Die Rolle von α2-adrenergen Rezeptoren während der
Embryonalentwicklung der Maus
Dissertation zur Erlangung des
naturwissenschaftlichen Doktorgrades
der Bayerischen Julius-Maximilians-Universität Würzburg
vorgelegt von
Melanie Philipp
aus Grub am Forst
Würzburg 2002
Die Rolle von α2-adrenergen Rezeptoren während der
Embryonalentwicklung der Maus
Dissertation zur Erlangung des
naturwissenschaftlichen Doktorgrades
der Bayerischen Julius-Maximilians-Universität Würzburg
vorgelegt von
Melanie Philipp
aus Grub am Forst
Würzburg 2002
Eingereicht am: 20. Dezember 2002....................................................
bei der Fakultät für Chemie und Pharmazie
1. Gutachter: Prof. Dr. Martin J. Lohse ................................................
2. Gutachter: Prof. Dr. Claus Herdeis...................................................
der Dissertation
1. Prüfer: Prof. Dr. Martin J. Lohse.......................................................
2. Prüfer: Prof. Dr. Claus Herdeis........................................................
3. Prüfer: Prof. Dr. Lutz Hein.................................................................
des öffentlichen Promotionskolloquiums
Tag des öffentlichen Promotionskolloquiums: ......................................
Doktorurkunde ausgehändigt am: ........................................................
Erklärung
Hiermit erkläre ich an Eides statt, dass ich die Dissertation „Die Rolle von α2-adrenergen
Rezeptoren während der Embryonalentwicklung der Maus“ selbständig angefertigt
und keine anderen als die von mir angegebenen Quellen und Hilfsmittel benutzt habe.
Ich erkläre außerdem, dass diese Dissertation weder in gleicher oder anderer Form
bereits in einem anderen Prüfungsverfahren vorgelegen hat.
Ich habe früher außer den mit dem Zulassungsgesuch urkundlich vorgelegten Graden
keine weiteren akademischen Grade erworben oder zu erwerben versucht.
Abkürzungen
Würzburg, den 20.Dezember 2002
4
I.
Zusammenfassung/Summary
9
II.
Einleitung
11
1
Das adrenerge System
12
1.1
1.2
1.3
Geschichte der adrenergen Rezeptoren
G-Protein-gekoppelte Rezeptoren
Gliederung der adrenergen Rezeptoren
12
12
14
2
α2-Adrenerge Rezeptoren
14
2.1
2.2
2.2.1
2.2.2
2.2.3
2.3
2.4
2.5
2.6
Signalwege von α2-Rezeptoren
Der Signalweg der Mitogen-aktivierten Proteinkinasen
Einteilung der Mitogen-aktivierten Proteinkinasen
Die Rezeptortyrosinkinasen-vermittelte MAP-Kinase-Aktivierung
Die GPCR-vermittelte MAP-Kinase-Aktivierung
Subzelluläre Lokalisation von α2-Rezeptoren
Verteilung von α2-Rezeptoren im Organismus
Physiologische Funktionen von α2-Rezeptoren
Transgene Mäuse mit Deletionen der Gene für α2-adrenerge Rezeptoren
15
16
16
17
18
18
19
20
20
3
Die embryonale Entwicklung der Maus
22
3.1
3.2
3.2.1
3.2.2
3.2.3
3.3
Von der Eizelle bis zur Geburt
Die extraembryonalen Organe
Funktion
Der Dottersack
Die Plazenta
Das adrenerge System während der Embryonalentwicklung
22
23
23
23
24
25
4
Ziele dieser Arbeit
26
III. Methoden
27
1
Kreuzung und Genotypisierung von α2-KO-Mäusen
27
1.1
1.2
1.3
Maushaltung
Generierung von α2AB-KO- und α2BC-KO-Mäusen
Generierung von α2ABC-KO-Mäusen
27
27
27
1.4
1.5
1.6
Prapäration genomischer DNS
Polymerase-Ketten-Reaktion (PCR)
Agarosegelelektrophorese
27
28
29
2
Histologische Untersuchungen
29
2.1
2.1.1
2.1.2
2.1.3
2.2
2.3
2.3.1
2.3.2
2.3.3
2.3.4
2.4
2.4.1
2.4.2
Herstellung von Kunstharzschnitten
Perfusionsfixierung von narkotisierten Mäusen
Epon-Einbettung von Geweben mit Durcupan® ACM (Fluka)
Anfertigung der Kunstharzschnitte
Ermittlung von Plazentaparametern
Herstellung von Paraffinschnitten
Paraffineinbettung von Gewebe
Anfertimçng der Paraffinschnitte
HE-Färbung von Paraffinschnitten
Sirius Rot-Färbung von Paraffinschnitten
Herstellung von Kryostatschnitten
Herstellung von Kryostatschnitten ohne Vorfixierung
Herstellung von Kryostatschnitten mit Vorfixierung
29
29
30
30
30
31
31
31
31
32
32
32
32
3
Physiologie von α2ABC-KO-Embryonen
32
3.1
3.2
3.3
3.4
Entnahme von Embryonen
Photographie von Embryonen
Messung der Herzfrequenz von Mausembryonen
Catecholaminbestimmung in Embryonen
32
33
33
33
4
Lokalisation von α2-Rezeptoren während der Embryonalentwicklung
34
Nachweis der α2-Rezeptoren per RT-PCR
Präparation von Gesamt-RNS mit saurer Phenolextraktion
Quantifizierung von RNS
Denaturierende Agarosegelelektrophorese von RNS
RT-PCR von RNS
Reverse Transkription für den α2A- und den α2B-Rezeptor
Reverse Transkription für den α2C-Rezeptor
PCR der cDNS
Nachweis der α2-Rezeptoren mittels Radioligandenbindungsstudien
Präparation von Membranen
Proteinbestimmung nach Bradford
Bestimmung der Rezeptordichte in Plazenten
Lokalisation der Rezeptoren in der Plazenta
Autoradiographie
RNS in situ-Hybridisierung an Paraffinschnitten von Plazenten zur Lokalisation
von Riesenzellen und Spongiotrophoblastzellen
4.4.2.1Herstellung Digoxigenin-markierter RNS-Sonden durch in vitro-Transkription
34
34
35
35
35
36
36
36
37
37
38
38
39
39
39
4.1
4.1.1
4.1.2
4.1.3
4.2
4.2.1
4.2.2
4.2.3
4.3
4.3.1
4.3.2
4.3.3
4.4
4.4.1
4.4.2
39
4.4.2.2RNS-in situ-Hybridisierung an Paraffinschnitten
40
5
42
Signaltransduktion von α2-Rezeptoren in Embryonalgewebe und in Zellen
5.1 Bestimmung von cAMP in Embryonalgewebe
5.2 Gewinnung von Plasmid-DNS
5.2.1 Kultur von E.coli
5.2.2 Herstellung kompetenter Bakterien
5.2.3 Transformation von E. coli
5.2.4 Plasmidpräparation mithilfe von Qiagen®- Säulen
5.2.5 Quantifizierung von DNS
5.3 Kultur von eukaryontischen Zellen
5.3.1 Transfektion von eukaryontischen Zellen
5.3.2 Bestimmung der Transfektionseffizienz
5.4 Stimulation von Zellen und Gewebe
5.4.1 HEK-Zellen
5.4.2 Dottersäcke
5.4.3. Plazenten
5.5 Nachweis von ERK1/2 in Plazentaschnitten
5.5.1 Perfusion von kontrolliert verpaarten Mäusen mit 0,9 % NaCl
5.5.2 Immunhistochemie
5.6 Western Blot Analyse von Zell- und Gewebelysaten
5.6.1 Herstellung von Zell- und Gewebelysaten zur Western Blot Analyse
5.6.2 Quantifizierung von Proteinen mit Amidoschwarz
5.6.3 SDS-Polyacrylamid-Gelektrophorese
5.6.4 Transfer von Proteinen auf PVDF-Membranen (Western Blot)
5.6.5 Immunologische Detektion von immobilisierten Proteinen
42
43
43
43
43
44
44
44
45
45
45
45
46
46
46
46
46
47
47
48
49
49
50
6
51
IV.
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Auswertung und Darstellung der Ergebnisse
Material
Bakterienstämme
Plasmidvektoren
Antikörper
Chemikalien und Verbrauchsmaterial
Enzyme und Kits
Medien zur Zell- und Gewebekultur
Oligonukleotide
Pufferlösungen
Verbrauchsmaterial
52
52
52
52
52
53
54
54
54
54
IV. Ergebnisse
55
1
55
Generierung von α2-KO-Mäusen
1.1
1.2
1.3
α2AB-KO-Mäuse
α2BC-KO-Mäuse
α2ABC-KO-Mäuse
55
56
57
2
Charakterisierung von α2-Doppel-KO-Mäusen
58
2.1
2.2
Entwicklung und Verhalten
Herzuntersuchung
58
58
3
Embryonale Letalität von α2ABC-KO-Mäusen
60
3.1
3.2
3.3
3.3.1
3.3.2
3.3.4
Zeitpunkt des Todes von α2ABC-KO-Mäusen
Äußere Merkmale der α2ABC-KO-Embryonen
Untersuchung des Herzen von α2ABC-KO-Embryonen
Morphologie der Herzen von α2ABC-KO-Embryonen
Herzfrequenzmessung von Embryonen
Bestimmung des L-DOPA-Spiegels von α2ABC-KO-Embryonen
60
61
61
61
62
63
4
Expression von α2-Rezeptoren während der Embryonalentwicklung
63
5
Morphologische Veränderungen extraembryonaler Organe
64
5.1
5.2
5.2.1
5.3
5.4
5.5
5.6
Dottersackdefekte von α2ABC-KO-Embryonen an Tag E10,5
Plazentadefekte von α2ABC-KO-Embryonen an Tag E10,5
Plazentamorphologie
Bestimmung der Rezeptordichte in Plazenten an Tag E10,5
Lokalisierung der α2-Rezeptoren in der Plazenta
Nachweis spezifischer Plazentazelltypen mittels in situ-Hybridisierung
Veränderungen in der Signaltransduktion nach α2ABC-Deletion
64
65
66
68
70
71
72
6
α2-Vermittelte ERK1/2-Phosphorylierung in Embryonalgewebe
72
6.1
6.2
6.3
72
73
74
6.4
6.5
α2-Vermittelte ERK1/2-Phosphorylierung im Dottersack
α2-Vermittelte ERK1/2-Phosphorylierung in der Plazenta
Basale ERK1/2-Phosphorylierung in frisch präpariertem Embryonalgewebe von
α2ABC-KO-Embryonen
Phosphorylierung der p38 MAP-Kinase
cAMP-Konzentration in extraembryonalen α2ABC-KO-Geweben
7
Wechselwirkung zwischen α2-Rezeptoren und Rezeptor-Tyrosinkinasen
77
7.1
7.2
7.3
Kinetik der α2-Rezeptor-vermittelten ERK1/2-Phosphorylierung
Kinetik der PDGFβ-Rezeptor-vermittelten ERK1/2-Phosphorylierung
ERK1/2-Phosphorylierung nach Co-Stimulation mit UK14304 und PDGF-BB in
HEK293-Zellen
ERK1/2-Phosphorylierung nach Co-Stimulation mit UK14304 und PDGF-BB in
77
78
78
7.4
75
75
79
7.5
Dottersäcken
Transaktivierung in α2ABC-KO-Dottersäcken
80
V.
Diskussion
82
1
2
3
4
5
Untersuchung von α2-Doppel-KO-Mäusen
Embryonale Letalität von α2ABC-KO-Mäusen
Signaltransduktion in WT- und α2-KO-Geweben
Wechselwirkung von α2-Rezeptoren und Rezeptor-Tyrosinkinasen
Relevanz der erbrachten Befunde für die menschliche Embryonalentwicklung
82
84
89
93
95
VI. Literaturverzeichnis
98
VII. Abkürzungsverzeichnis
112
Lebenslauf
115
Bisherige Publikationen und Kongreßbeiträge
116
Zusammenfassung/Summary
α2-Rezeptoren, die weiter in α2A, α2B und α2C unterteilt werden, gehören zur Gruppe
der adrenergen Rezeptoren innerhalb der Klasse der G-Protein-gekoppelten
Rezeptoren. Sie sind maßgeblich an der Regulation vieler physiologischer Prozesse
beteiligt. Vieles, was heute über α2-Rezeptoren bekannt ist, wurde mithilfe von α2defizienten Mäusen, sogenannten „Knock-Out“-Mäusen (KO) herausgefunden, von
denen bislang drei Einzel-KOs und der Doppel-KO der Subtypen A und C existieren.
Im Rahmen dieser Arbeit wurden durch Kreuzung der vorhandenen KO-Linien
Mauslinien generiert, die defizient für α2A und α2B, für α2B und α2C oder alle drei α2Rezeptoren sind. Während α2AB-KO-Mäuse ungefähr entsprechend der Mendelschen
Verteilung geboren wurden, zeigte sich, dass α2BC-KO-Mäuse teilweise und α2ABCKO-Mäuse sogar komplett embryonal letal waren. Die morphologischen Untersuchungen legten den Zeitpunkt der embryonalen Letalität der α2ABC-KO-Mäuse auf
den Tag E10,5 der Embryonalentwicklung fest und konnten zeigen, dass diese Letalität
in einem Vaskularisierungsdefekt innerhalb der extraembryonalen Organe Plazenta
und Dottersack begründet lag. Diese Organe stellen die Versorgung des Embryos mit
Nährstoffen und Sauerstoff sicher und sorgen somit für dessen Entwicklung. Durch
RT-PCR-Experimente konnte die mRNS für alle drei α2-Rezeptorsubtypen an Tag E10,5
sowohl im Embryo als auch in Plazenta und Dottersack nachgewiesen werden.
Autoradiographische Experimente und Radioligandenbindungsstudien an Plazenten
machten deutlich, dass der Großteil an α2-Rezeptoren im embryonalen Teil der Plazenta
exprimiert wird, nämlich in den Riesenzellen und in der sich daran anschließenden
Spongiotrophoblastschicht, und dass hierbei α 2-Rezeptoren vom B-Subtyp vorherrschen. In den genannten Zellen konnte mittels Immunhistochemie eine α2-Rezeptorvermittelte Phosphorylierung der MAP-Kinasen ERK1/2 gezeigt werden, die auch in
kultivierten WT-Dottersäcken beobachtet werden konnte. Unter basalen Bedingungen
zeigte sich, dass die ERK1/2-Phosphorylierung in Gewebe von α2ABC-KO-Embryonen
drastisch vermindert war, während andere Signalwege, die von α 2-Rezeptoren
angestoßen werden können, nicht beeinträchtigt waren. Versuche in einem
Zellkulturmodell und mit kultivierten WT-Dottersäcken ergaben eine physiologisch
relevante Wechselwirkung zwischen dem α2B-Rezeptor und dem PDGFβ-Rezeptor,
einer Rezeptortyrosinkinase, als deren Mechanismus sich in Co-Kultur-Experimenten
mit α 2B-Rezeptor-transfizierten Zellen und α 2ABC-defizienten Dottersäcken die
Zusammenfassung
I.
10
α2-Receptors belong to the familiy of adrenergic receptors within the superfamily of Gprotein coupled receptors. They are involved in the regulation of many physiological
processes.
Most of the known functions have been investigated using mice deficient in α2-receptors.
To date, single knockout mouse lines exist for each subtype of α2-receptors and also
the α2AC-knockout. In this study the remaining double knockouts and the triple-knockout
were generated by crossing the existing knockout mice. While mice deficient for the
α2A- and the α2B-receptor were born with the expected Mendelian ratio, embryonic
lethality occurred in the α2BC-knockout mice, and this was complete in mice lacking all
three α2-receptors. Morphological examinations revealed that α2ABC-mice die around
midgestation because of a defect in vascularisation in the extra-embryonic organs
placenta and yolk sac. These are the organs which support the embryo with nutrients
and oxygen and are therefore essential for embryonic development. RT-PCRexperiments detected mRNA for all three subtypes of α2-receptors on day E10.5 of
embryonic development in embryo, placenta and yolk sac. Autoradiography and
radioligand binding studies showed that most of the α2-receptors are expressed in the
embryonic part of the placenta, in particular in giant cells and the underlying
spongiotrophoblast layer. The α2B-receptor is the main subtype in these tissues.
Immunohistochemistry of stimulated placenta slices demonstrated α2-receptor mediated
phosphorylation of the MAP-kinase ERK1/2, which was also observed in cultivated
yolk sacs of WT-mice. In freshly prepared tissue of α2ABC-knockout embryos ERK1/2phosphorylation was dramatically decreased, while other signaling pathways of α2receptors were unaffected. Experiments using cell culture and cultivated yolk sacs of
WT-mice revealed a physiologically relevant interaction between α2B-receptors and
Zusammenfassung
Transaktivierung von Rezeptortyrosinkinasen herausstellte.
In dieser Arbeit konnte demonstriert werden, dass α2-Rezeptoren bei der Maus über
eine Transaktivierung von ERK1/2 die Vaskularisierung der Plazenta und des
Dottersacks bedingen und damit eine normale Embryonalentwicklung sicherstellen.
PDGFβ-receptors, a receptor tyrosine kinase. The mechanism of this interaction was
illucidated in co-culture experiments of α2B-receptor transfected cells and α2ABCknockout yolk sacs as a G-protein coupled receptor initiated transactivation of receptor
tyrosine kinases.
In this study it was demonstrated that in mice α2-receptors are responsible for the
vascularisation of placenta and yolk sac by transactivation of ERK1/2, and that they
are, therefore, necessary for proper embryonic development.
11
Einleitung
Das adrenerge System spielt im Körper für das Herz-Kreislauf-System, die Blutzuckerregulation oder auch im Hinblick auf kognitive Fähigkeiten eine weit reichende
Rolle. Neben all diesen Funktionen, die vor allem im adulten Organismus untersucht
wurden, rückt auch immer wieder die Frage nach dem Einfluß auf die Embryonalentwicklung in den Vordergrund. Stress zum Beispiel wird über das adrenerge Sytem
vermittelt. Aber ist Stress, der durch ein abnorm reguliertes adrenerges System bedingt
sein kann, gesund oder ist er schädlich für die Frucht im Mutterleib? In Anbetracht der
Tatsache, dass 12 bis 19 % aller diagnostizierten Schwangerschaften mit einem
spontanen Abort enden (Giacomucci et al., 1994) und viele Schwangerschaften, noch
bevor sie entdeckt werden, enden (Wilcox et al., 1988), herrscht in der Öffentlichkeit
und in der Wissenschaft großes Interesse an den Ursachen hierfür. Häufig ist ein
Defekt in der Plazentaentwicklung entscheidend für einen plötzlichen Abort während
des ersten Trimenons. Ob und inwieweit adrenerge Rezeptoren, die Hauptschaltstellen
des adrenergen Systems auf molekularer Ebene, in diesem Zusammenhang Angriffspunkte für die sichere Diagnose oder Therapie von Risikoschwangerschaften darstellen
könnten, ist bislang ungewiß. Ebenso gering sind die Kenntnisse, ob Schädigungen
durch eine Behandlung mit Medikamenten, die an adrenergen Rezeptoren angreifen,
bedingt sein können. So werden zwar β-Blocker nach sorgfältiger Nutzen-RisikoAbwägung bei Bluthochdruck in der Schwangerschaft eingesetzt, aber vor allem wenn
die Therapie zu Beginn des zweiten Trimenons anfängt, tritt eine deutliche Wachstumsverzögerung des Embryos auf (Frishman et al. ,1988). Auch Agonisten für α 2Rezeptoren, die den „Stress“ im Körper regulieren können, werden zur Behandlung
Schwangerer verwendet, doch sind keine Kenntnisse über die Auswirkungen auf das
Kind vorhanden, wenn die Therapie schon in den ersten drei Schwangerschaftsmonaten
einsetzt. Hilfestellung bei der Beantwortung der Frage, ob und welche Rolle α2-
Einleitung
II.
Rezeptoren während der Embryonalentwicklung spielen und inwieweit eine Behandlung
mit dementsprechenden Pharmaka sicher ist, können neben der klinischen Forschung
am Menschen transgene Tiermodelle bieten, denen große Fortschritte im Verständnis
über der Regulation physiologischer Prozesse zu verdanken sind. Mit ihnen ist es
möglich einzelnen Rezeptorsubtypen spezifische Funktionen zuzuordnen, wenn, wie
im Falle der α2-Rezeptoren, keine subtypspezifischen Antagonisten existieren.
12
1
Das adrenerge System
1.1
Geschichte der adrenergen Rezeptoren
voneinander geprägt. Beide stimmten überein, dass es an der Zelloberfläche Zielstrukturen geben muß, an die Substanzen binden können, um auf diese Art Signale in
die Zelle weiterleiten zu können. Nicht zuletzt stützte sich diese Theorie auf Langleys
Beobachtung der gegensätzlichen Wirkung von Nicotin und Curare, wofür er die Begriffe
„Agonist“ und „ Antagonist“ wählte, die bis heute in der Rezeptorpharmakologie benutzt
werden (Langley, 1905). Ihm ist auch die Entdeckung sympathomimetischer
Eigenschaften von Nebennierenextrakten zuzuschreiben (Langley, 1901) und damit
eigentlich auch die des Adrenalins, des ersten adrenergen Liganden. Der erste
Antagonismus für adrenerge Rezeptoren ergab sich aus den Arbeiten von H. H. Dale,
der mit Secale-Alkaloiden forschte (Dale, 1906). Erst lange Zeit später jedoch, 1948,
charakterisierte R. P. Ahlquist die Rezeptoren des adrenergen Nervensystems, indem
er sie in α- und β-Rezeptoren unterteilte (Ahlquist, 1948). Recht schnell spielten
adrenerge Rezeptoren in der Therapie eine Rolle. So kam beispielsweise 1964 der
erste β-Rezeptor-Blocker zur Hypertoniebehandlung zum Einsatz (Black et al., 1962).
Man begann die adrenergen Rezeptoren mithilfe neuer pharmakologischer Liganden
und mit den neu entwickelten Techniken der Rezeptorligandenbindung und cDNSKlonierung in verschiedene Subtypen zu unterteilen. Heute kennt man 9 verschiedene
adrenerge Rezeptoren: 3 α1-, 3 α2- und 3 β-Rezeptoren. Für α2-Rezeptoren beschrieb
D. Bylund 1988 (Bylund, 1988) erstmals die Unterteilung in drei Subtypen, α2A, α2B
und α2C, deren Gene beim Menschen auf den Chromosomen 10, 2 und 4 liegen (Regan
et al., 1988; Yang-Feng et al., 1987).
1.2
Einleitung
Der Rezeptorbegriff wurde erstmals zu Beginn des 20. Jahrhunderts von Paul Ehrlich
(Himmelweit et al. , 1908) und James N. Langley (Langley, 1909) unabhängig
G-Protein-gekoppelte Rezeptoren
Adrenerge Rezeptoren gehören zur Familie der G-Protein gekoppelten Rezeptoren
(GPCR) (Lefkowitz, 2000). Diese sind an der Zelloberfläche lokalisiert und setzen sich
aus einem extrazellulären Aminoterminus, sieben die Zellmembran durchspannenden
α-Helices, die von verschieden langen Schleifen verbunden werden, und einem
intrazellulären Carboxyterminus zusammen. Im Falle des β2-Rezeptors, an dem viele
Untersuchungen zur Rezeptoraktivierung durchgeführt wurden, führt neben der
Ausbildung von Wasserstoffbrücken der Hydroxygruppen des aromatischen Rings mit
zwei Serinen (Ser20, Ser207) in der Transmembrandomäne V die Bindung des
13
Einleitung
Agonisten Isoprenalin an ein Aspartat (Asp113) der dritten Transmembrandomäne zur
Bewegung der sechsten Helix, so dass eine Konformationsänderung des Rezeptors
eintritt (Gether, 2000). Dadurch befindet sich der Rezeptor in einem aktivierten Zustand.
In der Zelle wird infolge dessen ein an den Rezeptor gekoppeltes G-Protein, das aus
α-, β- und γ-Untereinheiten besteht, zu einem Austausch von GDP gegen GTP an der
α-Untereinheit animiert (Lambright et al., 1996). Darauf folgt eine Dissoziation von αund βγ- Untereinheit, welche beide für sich diverse Signalkaskaden in der Zelle
anstoßen, aber auch bremsen können. Hydrolyse des GTP zu GDP bewirkt eine
Reassoziation der G-Protein-Untereinheiten und somit ein Abschalten des Signals.
Währenddessen stellt der aktivierte Rezeptor ein Ziel für diverse Proteinkinasen wie
die Proteinkinase A (Roth et al., 1991) oder auch die G-Protein-gekoppelten RezeptorKinasen (GRK) dar (Benovic et al., 1986). Nach Phosphorylierung durch die Kinasen
können Arrestine an intrazelluläre Rezeptordomänen gebunden werden (Ferguson et
al., 1996; Lohse et al., 1990). Danach werden viele Rezeptoren in das Innere der Zelle
transportiert (von Zastrow et al., 1992), wo sich nun entscheidet, ob die internalisierten
Rezeptoren in Vesikeln durch lytische Prozesse degradiert oder wieder zurück an die
Zelloberfläche gebracht werden (Lohse et al., 1993) (siehe Abbildung 1).
1
2
Effektor
βγ
GTP
α
GDP
PKA
P
Arrestin
GRK
P
3
4
5
P
P
P
Abb. 1: Schematische Darstellung der Mechanismen der Signalübertragung und der Rezeptordesensibilisierung von GPCRs: (1) Infolge einer
Agonist-vermittelten Konformationsänderung findet an der α-Untereinheit
des G-Proteins ein Austausch von GDP zu GTP statt, wodurch α- und βγ-
14
1.3
Gliederung der adrenergen Rezeptoren
Einleitung
Untereinheiten dissoziieren und Effektoren beeinflussen. Der aktivierte
Rezeptor stellt nun ein Substrat für Proteinkinasen, wie G-Protein gekoppelte Rezeptorkinasen (GRK) oder die Proteinkinase A (PKA) dar. (2) Die
Phosphorylierung schaltet den Rezeptor ab und schafft die Voraussetzung
für die Assoziation mit Arrestinen und anderen Proteinen, die über eine
Einstülpung der Membran zur Internalisierung des Rezeptors in Vesikel
führt (3). Von hier aus kann der Rezeptor entweder zur Zelloberfläche
zurücktransportiert werden (4) oder in Lysosomen überführt werden, in
denen die Degradierung erfolgt (5).
Bislang sind beim Menschen und den meisten Säugetieren 9 adrenerge Rezeptoren
beschrieben worden: je 3 α1-,α2- und β-Rezeptoren: α1A, α1B, α1D, α2A, α2B, α2C und
β1, β2, β3. (Bylund et al., 1994). Sie unterscheiden sich nicht nur hinsichtlich ihrer
Verteilung im Organismus, sondern auch durch ihre Signalweiterleitung. So sind α1Rezeptoren vornehmlich an Gq-Proteine gekoppelt, α2-Rezeptoren an G-Proteine des
inhibitorischen Typs (Gi/o) und β-Rezeptoren vor allem an Gs-Proteine. Daraus erklären
sich viele physiologische Unterschiede der drei adrenergen Rezeptorgruppen. α1Rezeptoren vermitteln in erster Linie Vasokonstriktion (Guimaraes et al., 2001), während
α2-Rezeptoren maßgeblich an der Regulation des Sympathikotonus beteiligt sind (Hein
et al., 1999) und β-Rezeptoren eine große Rolle im kardiovaskulären System spielen
(Chruscinski et al., 2001; Engelhardt et al., 1999) und dort auch als therapeutische
Angriffspunkte genutzt werden. Ein weiterer Unterschied zwischen α 2 - und βRezeptoren besteht darin, dass α2-Rezeptoren in erster Linie präsynaptisch lokalisiert
sind, β-Rezeptoren hingegen postsynaptisch.
2
α2-Adrenerge Rezeptoren
Durch die Entdeckung von gewebespezifisch unterschiedlichen Affinitäten von Prazosin
und Oxymetazolin in Rezeptor-Ligand-Bindungsexperimenten folgerte man, dass es
mehrere Subtypen von α2-Rezeptoren mit unterschiedlicher Verteilung im Organismus
geben muß (Bylund, 1985): Der erste auf diese Weise lokalisierte α2-Rezeptor war
der α2B-Rezeptor (Latifpour et al., 1982). So wurde der α2A-Rezeptor erstmals auf
Blutplättchen lokalisiert (Regan et al., 1986), der α2B-Rezeptor wurde in neonataler
Rattenlunge detektiert (Latifpour et al., 1982) und der α2C-Rezeptor konnte durch
Experimente mit Oppossum-Nieren identifiziert werden (Blaxall et al., 1991). Außerdem
wurden α2-Rezeptoren per Homologie-Klonierung identifiziert. Die Klonierung der
15
2.1
Signalwege von α2-Rezeptoren
Einleitung
menschlichen α2-Rezeptoren gelang für den α2A-Rezeptor 1987 (Kobilka et al., 1987),
die des α2C-Subtyps 1988 (Regan et al., 1988) und 1990 wurde auch das Gen für den
dritten α2-Rezeptor kloniert (Lomasney et al., 1990).Ein vierter, anfangs α2D benannter
Rezeptor bei Nagern stellte sich als α2A-Rezeptor heraus, bei dem verglichen mit dem
humanen α2A -Rezeptor eine Aminosäure in der fünften Trans-membrandomäne
ausgetauscht war, so dass ein verändertes Bindungsverhalten gegenüber Yohimbin
auftrat (Link et al., 1992).
Alle drei α2-Rezeptoren sind an inhibitorische G-Proteine der Subtypen Gi und Go
gekoppelt (Cotecchia et al., 1990). Nach Rezeptoraktivierung hemmt die αi-Untereinheit
des G-Proteins die Adenylatcyclase, wodurch weniger cyclisches AMP gebildet wird
(Pohjanoksa et al., 1997). Die βγ-Untereinheit hingegen verringert die intrazelluläre
Calciumkonzentration durch Hemmung von N-Typ-Calciumkanälen (Li et al., 1998)
und bewirkt damit eine verminderte Neurotransmitterfreisetzung aus Nervenendigungen
in den synaptischen Spalt. Zusammen mit der βγ-vermittelten Stimulation von
Kaliumkanälen (Surprenant et al., 1992) und einer dadurch bedingte Hyperpolarisation
kommt es zur Hemmung der neuronalen Funktion. Darüber hinaus schalten βγUntereinheiten, die von aktivierten α2-Rezeptoren freigesetzt werden, den Signalweg
der Mitogen-aktivierten Protein-kinasen an (Koch et al., 1994), der im weiteren noch
näher beleuchtet werden soll (siehe Abbildung 2).
α2
AC
cAMP
K+
βγ
α
Ca 2+
MAPK
Abb. 2: Signalwege von α2-Rezeptoren: Die Adenylatcyclase (AC) wird
über die αi-Untereinheit des Gi-Proteins in ihrer Funktion gehemmt, wohingegen βγ-vermittelt Kalium-Kanäle geöffnet, spannungsabhängige Calcium-Kanäle geschlossen und die Mitogen-aktivierte Proteinkinasen
(MAPK) aktiviert werden.
16
2.2
Der Signalweg der Mitogen-aktivierten Proteinkinasen
2.2.1 Einteilung der Mitogen-aktivierten Proteinkinasen
(ERK1, 2 und 5), die in zwei verschiedene Gruppen eingeordnet werden, die Reihe
der 38 kD großen p38 MAP-Kinasen und die Stress-aktivierten Proteinkinasen (SAPK),
die auch unter dem Synonym c-Jun-N-terminale Kinasen (JNK) bekannt sind. Abbildung
3 gibt einen Überblick über die Gliederung und die Eigenschaften von MAP-Kinasen:
MAPKKK
MAPKK
MAPK
Stress,
Cytokine
Stress,
UV-Licht,
Cytokine
Mitogene,
Hormone
Stress,
EGF
CDC 42,
Rac
CDC 42,
Rac
Ras
Rho,
Rac
MAPKKK
MAPKKK
Raf1
MKK3/6
p38α−δ
Apoptose,
Inflammation
MKK4/7
MEK1/2
JNK1-3
ERK1/2
Apoptose,
Inflammation
Zellproliferation,
Wachstum
Einleitung
In der Literatur sind bis dato vier Familien von Mitogen-aktivierten Proteinkinasen
(MAPK) beschrieben (Schaeffer et al., 1999). Es gibt drei extrazellulär regulierte Kinasen
MEK5
ERK5
Zellproliferation?
Abb. 3: Übersicht über die Familie der Mitogen-aktivierten Proteinkinasen
und deren prinzipielle Aktivierung und Wirkung
Die prinzipielle MAPK-Kaskade läuft immer gleich ab: Über ein Signal von außerhalb
der Zelle wird eine MAPK-Kinase-Kinase (MAPKKK) phosphoryliert, die ihrerseits eine
MAPK-Kinase (MAPKK) durch Phosphorylierung aktiviert und damit die Aktivierung
der eigentlichen MAP-Kinasen bedingt. Im Folgenden soll nur die Gruppe der MAPKinasen ERK1/2 beschrieben werden, da diese unter anderem von α2-Rezeptoren
aktiviert werden (Peng et al., 1998).
17
2.2.2 Die Rezeptortyrosinkinasen-vermittelte MAP-Kinase-Aktivierung
die nur eine Transmembrandomäne besitzen. Sie sind dadurch gekennzeichnet, dass
sie in der Regel nach Bindung eines Liganden dimerisieren oder schon in Ruhe als
Dimere vorliegen und als Folge davon häufig durch Autophosphorylierung von Tyrosinen
im intrazellulären Teil des Rezeptors in einen aktiven Zustand übergehen. Über die
Adaptorproteine Shc und Grb2 erfolgt eine Verknüpfung mit Sos („Son of Sevenless“),
einem GDP/GTP-Austauschfaktor, der membranständiges Ras aktiviert (Schlessinger,
1993).
Ras
Sos
P
P
P
P
GTP
Grb2
Raf
Einleitung
Der klassische Aktivator für ERK1/2 wird durch die Gruppe der Rezeptortyrosinkinasen
(RTK) repräsentiert (Ullrich et al., 1990). RTKs sind Wachstumsfaktor-Rezeptoren,
P
P
P
MEK
P
ERK1/2
P
P
P
P
ERK1/2
P
P
Abb. 4: Signalkaskade der ERK1/2-Aktivierung ausgehend von
Rezeptortyrosinkinasen, die nach Bindung des Liganden dimerisieren und
im intrazellulären Teil autophosphorylieren.
Dieses transloziert die Raf-Kinase zur Membran, um sie durch Phosphorylierung an
den Tyrosinen in Position 340 und 341 zu aktivieren (Ghosh et al., 1994). Mek1 und 2
stellen nun ein Substrat für die phosphorylierte Raf-Kinase dar und phosphorylieren
ihrerseits, nachdem sie erst an einem Threonin und danach an einem Tyrosin
phosphoryliert wurden, ERK1 und 2 (Gardner et al., 1994). ERK1 und 2, die zu den
18
Serin-Threonin-Kinasen gehören, dimerisieren und wandern in den Zellkern (Adachi
et al., 1999), wo sie über eine Aktivierung von Transkriptionsfaktoren wie Elk-1 (Rao
et al., 1994) Zellproliferation und –differenzierung induzieren.
Die anfängliche Vermutung, nur Wachstumsfaktoren würden ERK1/2 aktivieren, mußte
recht früh korrigiert werden, als sich herausstellte, dass sehr wohl auch GPCRs in der
Lage sind, diesen Signalweg anzustoßen (Luttrell et al., 1990). Da GPCRs nicht die
erforderlichen Src Homologie 2-Domänen besitzen, an die Adaptorproteine binden
könnten, und außerdem nicht zur Autophosphorylierung neigen, verläuft hier der Weg,
wie es auch für andere von GPCRs initiierten Signalwege gilt, über das gebundene GProtein. Dabei kann sowohl die α-Untereinheit den Anstoß geben als auch die βγKomponente (Gutkind, 2000; Naor et al., 2000). Beiden Möglichkeiten ist gemeinsam,
dass der Weg vom Signal außerhalb der Zelle zur MAP-Kinase länger ist als im Falle
des klassischen RTK-Wegs. Für α2-Rezeptoren gibt es in der Literatur Hinweise, dass
alle drei Subtypen über Gβγ die Kaskade anstoßen können (Cussac et al., 2002; Hawes
et al., 1995; Schramm et al., 1999). Der Unterschied zum bekannten RTK-Weg besteht
darin, dass noch die Src-Kinase zwischengeschaltet ist (Della Rocca et al., 1997). Im
Falle des α2A-Rezeptors wird dabei über die Phospholipase C Src aktiviert, das Shc
phosphoryliert. Shc wiederum fungiert als Adaptorprotein und stellt die Verbindung zu
Grb2 und dem Rest der Kaskade her.
2.3
Einleitung
2.2.3 Die GPCR-vermittelte MAP-Kinase-Aktivierung
Subzelluläre Lokalisation von α2-Rezeptoren
Grundlegend lassen sich die 3 Subtypen von α2-Rezeptoren nochmals in 2 Gruppen
teilen: α2A- und α2C-Rezeptoren sind vorwiegend präsynaptisch lokalisiert und hemmen
hier die Freisetzung von Noradrenalin in den synaptischen Spalt (Hein et al., 1999).
Dabei agiert der α2C-Rezeptor eher bei niedrigeren Aktionspotentialfrequenzen als
der α2A-Rezeptor. Obwohl sich die Aktivierungskinetiken von α2A- und α2C-Rezeptoren
für GIRK-Kanäle bei gleicher Rezeptorexpression nicht unterscheiden, geht die
Deaktivierung des α2C-Rezeptor beträchtlich langsamer vonstatten, was auf eine höhere
Affinität für Noradrenalin zurückgeführt werden kann (Bünemann et al., 2001). Dem
gegenüber steht der α2B-Rezeptor, der sich wahrscheinlich immer auf der postsynaptischen Seite befindet und dort Signale weiterleitet. Weitere Unterschiede
zwischen den drei Subtypen bestehen in ihrer Verteilung in der Zelle und ihrem Verhalten
19
α2A
α2B
Einleitung
nach Agonistaktivierung (siehe Abbildung 5): Während der α2A-Rezeptor praktisch
immer an der Zelloberfläche verbleibt und der α2C-Rezeptor vorwiegend intrazellulär
anzutreffen ist, verhält sich der α2B-Rezeptor wie ein klassischer G-Protein-gekoppelter
Rezeptor. Das heißt, nach Stimulation mit einem Agonisten wird der α2B-Rezeptor
phosphoryliert, internalisiert und schließlich wieder zur Zellmembran zurücktransportiert
(Daunt et al., 1997). Dies gilt so weit zumindest für HEK-Zellen und Fibroblasten, in
Neuronen konnten die Rezeptoren bislang noch nicht endgültig lokalisiert werden.
Jedoch gelang es in Phäochromozytomzellen: Hier befindet sich der α2A-Rezeptor
nach Ausdifferenzierung in den Fortsätzen, während der α 2B-Rezeptor an der
Plasmamembran verbleibt und der α2C-Rezeptor in einem perinukleären Kompartiment
lokalisiert ist (Olli-Lahdesmaki et al., 1999). Neuere Befunde zeigen jedoch, dass der
α2C-Rezeptor auch in HEK-Zellen zur Zelloberfläche kommen kann, wenn man die
Zellen niedrigeren Temperaturen aussetzt (Jeyaraj et al., 2001).
α2C
+ Agonist
30 °C
Abb. 5: Intrazelluläre Lokalisation und Transport von α2-Rezeptoren in
HEK-Zellen (Philipp et al., 2002)
2.4
Verteilung von α2-Rezeptoren im Organismus
α2-Rezeptoren sind weit über den ganzen Organismus verteilt, wobei der α2B-Subtyp
vorwiegend in Lunge, Niere und Gefäßen exprimiert wird (Eason et al., 1993). Die
anderen beiden Subtypen werden hauptsächlich in zentralen Arealen des
Nervensystems gefunden, wie Hippocampus, Locus coeruleus und Cortex. Dabei
übertrifft der α2A-Rezeptor den α2C-Rezeptor zehnfach in seiner Expressionsdichte
(Bücheler et al., 2002). Neben der Lokalisation im Gehirn wurde der α2C-Rezeptor
außerdem in der Nebenniere (Brede et al., 2002) und in Gefäßen gefunden (Chotani
et al., 2000) .
20
Physiologische Funktionen von α2-Rezeptoren
Aufgrund der modulierenden Wirkung auf den Sympathikotonus und der Gefäßlokalisation spielen α2-Rezeptoren im Herz-Kreislauf-System eine große Rolle. So
verursacht der α2A-Rezeptor einen zentral vermittelten hypotensiven Effekt (Link et
al., 1996; MacMillan et al., 1996), den man bei der Therapie von Bluthochdruck mit
Clonidin, einem α2-Rezeptor-Agonisten nutzt. Allerdings kommt es dabei immer zu
einer mehr oder weniger ausgeprägten Sedierung, da α2-Rezeptoren auch den WachSchlaf-Rhythmus beeinflussen (Scheinin et al., 1998 ), was der Grund dafür ist, dass
α2-Rezeptoragonisten Verwendung in der Anästhesie finden (Maze et al., 2001). Die
vasokonstriktive Wirkung des α2B-Subtyps, die bei der hypotensiven Therapie mit α2Rezeptorliganden durch einen initialen Blutdruckanstieg beobachtet werden kann, wird
außerdem zur Abschwellung von Schleimhäuten in Form von Nasentropfen bei
Schnupfen (McLeod et al., 2001) und zur Senkung des Augeninnendrucks beim
Engwinkelglaukom verwendet (Greenfield et al., 1997). Hingegen scheint der Effekt
des α2C-Rezeptors auf den Blutdruck eher klein zu sein, doch ist dies noch nicht vollständig geklärt, da dieser Rezeptor wohl bei Kälte auch eine Vasokonstriktion bedingen
kann (Chotani et al., 2000). Deshalb wird er auch mit Morbus Raynaud, also schmerzhaften Gefäßspasmen der Extremitäten bei Kälte, in Verbindung gebracht (Freedman
et al., 1995).
Neben der Wirkung auf den Blutdruck konnte anhand von Doppel-KO-Mäusen gezeigt
werden, dass das Fehlen von α2A- und α2C-Rezeptoren das Auftreten einer Herzinsuffizienz begünstigt (Hein et al., 1999). Ein Grund, weshalb hier nun der α2C-Rezeptor
eine so große Rolle spielt, könnte sein, dass er durch Expression in der Nebenniere
den Adrenalinhaushalt regelt (Brede et al., 2002).
Während innerhalb des Herz-Kreislaufsystems die einzelnen α2-Rezeptoren eine unter
Umständen gegensätzliche Wirkung ausüben, wirken sie hinsichtlich von Schmerzen
ähnlich, wenn nicht sogar synergistisch, indem sie die Schmerzüberleitung unterbinden
(Fairbanks et al., 1999; Fairbanks et al., 2002). So vermittelt der α2B-Rezeptor die
analgetische Wirkung des zur Narkose eingesetzten Lachgases (Guo et al., 1999).
2.6
Einleitung
2.5
Transgene Mäuse mit Deletionen der Gene für α2-adrenerge Rezeptoren
Zur Untersuchung der spezifischen Eigenschaften eines Proteins im Organismus
kommen häufig transgene Tiermodelle zum Einsatz. Dabei erweisen sich die
sogenannten „Knock-out“-Tiere mit einer Deletion des Gens, das für das zu
untersuchende Protein kodiert, in bestimmten Fällen als hilfreicher als solche, die das
21
Einleitung
Protein überexprimieren. Die Generierung von „Knock-Outs“ (KO) erreicht man durch
Einschleusung eines Vektors in embryonale Stammzellen (ES-Zellen). Dieser Vektor
enthält neben Selektionsmarkern das gewünschte Gen, das insoweit verändert wurde,
dass fremde Sequenzen eingeführt wurden, die vorzeitige Stop-Codons enthalten. In
der ES-Zelle wird das veränderte Gen durch homologe Rekombination anstelle der
intakten endogenen DNS-Sequenz in das Genom integriert und führt damit zu einer
Gendeletion, dem „Knock-out“ (Zimmer, 1992 ). Durch Injektion werden die genetisch
veränderten ES-Zellen in Blastozysten von Spendertieren eingebracht bzw. mit
Embryonen im Achtzellstadium der Morula aggregiert, wo die ES-Zellen aufgrund ihrer
Omnipotenz hinsichtlich der Differenzierung spontan in die normale Entwicklung integriert werden. Die auf diese Weise veränderten Embryos werden in scheinträchtige
Ammen transplantiert und von diesen ausgetragen. Die neugeborenen Mäuse stellen
chimäre Tiere dar, die, wenn genetisch veränderte ES-Zellen auch zur Ausbildung der
Fortpflanzungsorgane beigetragen haben, ihre neue Erbinformation entsprechend der
Mendelschen Gesetze auf nachfolgende Generationen übertragen können. Man spricht
dann von Keimbahntransmission.
Mit den bislang bekannten 3 α2-Rezeptoren ergibt sich die Möglichkeit von 7 unterschiedlichen KO-Mäusen: 3 Einzel-KOs (Altman et al., 1999; Link et al., 1995), 3 DoppelKOs und ein dreifacher KO. Bisher gibt es alle 3 Mauslinien, denen je ein α2-Rezepor
fehlt, und die Kombination aus fehlendem α2A- und α2C-Rezeptor (Hein et al., 1999).
Außerdem wurde eine Mauslinie generiert, deren α2A-Rezeptor eine Punktmutation
trägt (D79N), die zu einem funktionellen „Knock-out“ führt, obwohl die Maus sehr wohl
noch das Protein an sich besitzt (Lakhlani et al., 1997). Mit diesen KO-Modellen wurden
den α2-Rezeptorsubtypen zum ersten Mal eindeutig spezifische Funktionen zugewiesen: Die α2A-vermittelte Hypotension, der α2B-verstärkte Lachgaseffekt während
der Narkose oder der Einfluß des α2C-Rezeptors auf Verhaltensmuster (Sallinen et al.,
1999) wurden erstmalig mit diesen Einzel-KO-Mäusen gefunden und bewiesen. Der
Doppel-KO erbrachte den Beweis, dass sowohl α2A- als auch α2C-Rezeptor die
Neurotransmitterfreisetzung in den synaptischen Spalt hemmen. Diese Mäuse entwickeln innerhalb weniger Monate durch anhaltend erhöhte Plasmanoradrenalinspiegel
eine Herzinsuffizienz. Neben der Regulation des freien Noradrenalins modulieren α2CRezeptoren, anhand von eben diesen KO-Mäusen gezeigt, auch die Exocytose von
Adrenalin aus der Nebenniere.
22
Die embryonale Entwicklung der Maus
3.1
Von der Eizelle bis zur Geburt
Mit der Befruchtung der Eizelle beginnt die embryonale Entwicklung der Maus; anders
als beim Menschen werden nicht nur ein oder zwei Eizellen befruchtet, sondern je
nach Mäusestamm 6 bis 12. Nach 24 Stunden befindet sich der Mausembryo im
Zweizellstadium, umgeben von der Zona pellucida, einer Glykoproteinhülle. Über das
Vier- bis Achtzellstadium der Morula entwickelt sich nach weiteren 48 Stunden eine
Blastozyste, von der die Zona pellucida am nächsten Tag abgestreift wird, so dass die
Einnistung erfolgen kann. An den Tagen fünf und sechs der Embryonalentwicklung
Einleitung
3
E9-11
Organogenese
E12
Kompartimentierung
des Herzens
E4
Implantation
E13
E1
E9
E5-6
Dottersackhöhle
Nebennieren
Vaskulogenese
E2
Haematopoese
E7
E8
Herzschlag
Gastrointestinaltrakt
E21
Birth
Geburt
Abb. 6: Schematischer Überblick über die 21 Tage dauernde Embryonalentwicklung der Maus
(E5, E6) formt sich eine Dottersackhöhle und der Trophoblast läßt sich in Cyto- und
Syncytiotrophoblast unterteilen. Um den Tag E7 herum werden die Anlagen für Neural23
3.2
Einleitung
rohr, Eingeweide und Herz ausgebildet. Der Dottersack enthält zu diesem Zeitpunkt
bereits Blutinseln, die das erste embryonale Blut produzieren, das am darauffolgenden
Tag durch das zu schlagen beginnende Herz in die ersten Blutgefäßen des Dottersacks
fließen kann. Zu diesem Zeitpunkt bilden sich auch die Anfänge des Gehirns und ein
Gefäßsystem im Embryo heraus und das Neuralrohr fängt an, sich zu schließen. Am
9. Tag der Entwicklung sind die ersten Komponenten des Nervensystems fertig, die
Dorsalganglien. Jetzt beginnt auch die Entwicklung einer Plazenta. Der 10 Tage alte
Embryo besitzt bereits Lungenanlagen und ein funktionsfähiges sympathisches
Nervensystem. Erst einen Tag später aber bildet sich der Parasympathikus heraus
und das Herz, das nun in vier Kammern unterteilt vorliegt, ist mit einem ausgereiften
Gefäßsystem verbunden. Bis zum Tag E21, wenn die fertige Maus geboren wird,
entwickeln sich neben den äußeren Merkmalen wie Lippen, Finger auch Muskulatur
und Geschlechtsorgane, wobei die Geschwindigkeit, mit der der Embryo wächst, stark
reduziert wird und das Augenmerk vermehrt auf Ausdifferenzierung und Vervollständigung des jungen Organismus liegt (Theiler, 1989).
Die extraembryonalen Organe
3.2.1 Funktion
Ab dem 10. Embryonaltag existieren für den Embryo zwei Blutkreisläufe: Einer, der
vom Embryo über die Arteria vitellina zum Dottersack führt und einer, der durch
Verknüpfung mit der Nabelschnur die Plazenta durchfließt. Diese beiden Zirkulationen
stellen den Garant für die optimale Versorgung des Embryos mit Gasen und Nährstoffen
und andererseits auch die Ausscheidung dar.
3.2.2 Der Dottersack
Wenn der proteolytische Abbau von mütterlichem Gewebe, in das der Embryo
hineinwächst, nicht mehr ausreicht, um den Embryo zu ernähren, setzt eine
Beschleunigung der Dottersackentwicklung ein. Diese findet bei der Maus um den
Tag E6,5 statt. Der Dottersack besteht schließlich aus einem dem Embryo zu-gewandten
viszeralen und einem parietalen Endoderm, das zum mütterlichen Gewebe hin an die
Reichertsche Membran grenzt. Direkt an diese sind teilweise Trophoblastzellen
angeordnet, die direkten Kontakt zu mütterlichem Gewebe und Blut haben. Im
Dottersack startet auch die Blutgefäßbildung des Embryo und zwar zu einem Zeitpunkt,
zu dem die Plazenta noch nicht vorhanden ist. Hierbei entstehen aus anfänglichen
24
1
2
3
4
1
Decidua mit großen mütterlichen Gefäßen
2
Riesenzellen
3
Spongiotrophoblast
4
Labyrinthsystem
5
Chorionplatte mit großen embryonalen Gefäßen
6
Dottersack mit angrenzender Reichert´scher Membran
7
Nabelschnur
8
Amnion
9
Embryo
Einleitung
Blutinseln, die Hämangioblasten enthalten, die Vorstufen für die primitiven Erythrozyten
und die Endothelzellen. Es setzt eine Wanderung der Endothelzellen ein, die Gefäße
etablieren (Boucher et al., 1996). Erst viel später übernimmt die Leber des Embryos
die vom Dottersack unabhängige Blutbildung, bevor in der neonatalen Phase das
Knochenmark für die Erythropoese zuständig wird.
5
7
6
8
9
Abb. 7: Schema der murinen Plazenta, die sich aus einem mütterlichen
Teil (1) und einem embryonalen Teil (2-7) zusammensetzt, mit Dottersackhöhle und darin befindlichem Embryo an Tag 10,5.
3.2.3 Die Plazenta
Bis zum Tag E14 wächst der Dottersack weiter, doch bereits ab Tag E9 bis Tag E10
wird seine Aufgabe, den Embryo zu versorgen, sukzessive von der Plazenta übernommen und er beginnt, wenn diese vollständig ausgebildet ist, zu degenerieren. Die
Plazenta, die sich grob in einen mütterlichen und einen embryonalen Teil gliedern
läßt, entsteht durch eine Fusion von Allantois und Chorionplatte, wodurch die Ausdifferenzierung von Trophoblaststammzellen angestoßen wird. Diese sind der Ausgangspunkt für den embryonalen Teil der Plazenta, der bei der Maus aus einer
Chorionplatte besteht, in die die Nabelschnur mündet, einem Labyrinthsystem, dem
darüber liegenden Spongiotrophoblasten und den sogenannten Riesenzellen, welche
für die Verankerung im Myometrium der Mutter verantwortlich sind (Rinkenberger et
al., 2000). Das komplex aufgebaute Labyrinth besteht aus Syncytiotrophoblastzellen,
25
3.3
Einleitung
die wie Äste in den mütterlichen Teil, die Decidua wachsen. Diese Äste, in denen die
embryonalen Gefäße liegen, werden vom mütterlichen Blut umspült, aus dem Nährstoffe
und Gase in das embryonale Blut diffundieren. Damit das mütterliche Blut im Labyrinth
mit geringerem Druck fließt, wandern invasive Riesenzellen in die mütterlichen Blutgefäße im Bereich des Spongiotrophoblasten, der zusammen mit den Syncytiotrophoblasten die Plazentaschranke darstellt, ein und verdrängen an dieser Stelle die
Endothelzellen. Neben dieser invasiven Funktion agieren die polyploiden Riesenzellen
als unermüdliche Fabriken für Wachstumsfaktoren, Proteasen und Proteinaseinhibitoren, die sie sowohl in den embryonalen als auch in den mütterlichen Plazentateil
sezernieren. Damit stellen sie als zentrale Schaltstelle die optimale Differenzierung
der Plazenta sicher. Aber auch in der Decidua, durch die große mütterliche Blutgefäße
fließen, werden viele adjuvante Faktoren produziert, die die Plazentaentwicklung
beeinflussen (Duc-Goiran et al., 1999). Die weitreichende Bedeutung der Plazenta
wird klar, wenn man bedenkt, dass Fehler in der Etablierung einer voll funktionsfähigen
Plazenta immer in Fruchttod und Resorption des Embryo resultieren (Cross, 2001).
Das adrenerge System während der Embryonalentwicklung
Neben den wichtigen Aufgaben im adulten Organismus spielt das adrenerge System
auch während der Embryonalphase eine bedeutende Rolle. Tyrosinhydroxylase (TH)
und Dopamin-β-Hydroxylase (DBH), die relevanten Enzyme zur Noradrenalinsynthese,
können in der Maus ab E8,5 detektiert werden. Die Relevanz dieser Enzyme und
damit auch die des Noradrenalins wird durch die embryonale Letalität von KO-Mäusen
für TH und DBH verdeutlicht, die zwischen E11,5 und E17,5 an einer Herzschwäche
sterben (Thomas et al., 1995; Zhou et al., 1995). Ebenso versterben Mäuse mit einer
Deletion für GATA3, einem Transkriptionsfaktor innerhalb des sympathischen
Nervensystems, intrauterin bedingt durch eine Noradrenalinverarmung (Lim et al.,
2000). Adrenalin hingegen wird erst einige Zeit später gebildet (E13,5), wenn die
Nebennieren angelegt sind. Vorher besitzt der Embryo nur sehr geringe Mengen an
Adrenalin, die über einen aktiven Transport aus dem mütterlichen Blut in den
embryonalen Kreislauf gelangen. Adrenerge Rezeptoren werden kurz nach dem ersten
Auftreten von TH und DBH exprimiert. So sind β-Rezeptoren bereits an Tag E9,5 aktiv
und üben einen Einfluß auf das noch unkompartimentierte Herz aus (Liu et al., 1999).
Mäuse, denen β1-Rezeptoren fehlen, sterben zum Teil aufgrund eines unzureichend
ausgebildeten Herzens (Rohrer et al., 1996). Zum gleichen Zeitpunkt wie die βRezeptoren kann auch der α2A-Rezeptor gefunden werden, der weit über den Embryo
verteilt ist, aber hauptsächlich im bisher bestehenden zentralen Nervensystem lokalisiert
26
4
Einleitung
ist (Wang et al., 1997). Dem gegenüber steht der α2B-Rezeptor, der in einem kurzen
Zeitfenster (E11,5 bis E14,5) praktisch nur in der Leber zu finden ist, die ab diesem
Zeitpunkt sukzessive die Erythropoese übernimmt (Wang et al., 1997). In embryonalen
Ratten konnte dieser Rezeptor auch zu späteren Stadien der Embryonalentwicklung
gefunden werden, erneut in der Leber, aber auch im Nervensystem und in der Plazenta,
wobei seine Lokalisation möglicherweise auf die Expression in hämatopoetischen Zellen
zurückgeführt werden kann (Cussac et al., 2001; Legrand et al., 1993). Die humane
Plazenta stimmt hiermit überein, auch in ihr konnten α2-Rezeptoren (α2A und α2B)
detektiert werden (Falkay et al., 1994), wobei die größte Rezeptordichte wohl am Ende
des ersten Trimenons liegt und danach sukzessive abnimmt, während β-Rezeptoren
zum Ende der Schwangerschaft hin in der Plazenta zunehmen (Falkay et al., 1994).
Als letzter der drei α2-Rezeptoren wird der α2C-Rezeptor im murinen Embryo gebildet
(ab E14,5). Er konnte hauptsächlich im zentralen Nervensystem nachgewiesen werden
(Wang et al., 1997).
Ziele dieser Arbeit
Bis zum heutigen Tag sind noch lange nicht alle Funktionen des adrenergen Systems
an sich und der α2-Rezeptoren im Speziellen aufgeklärt worden. In Anbetracht der
Tatsache, dass Mäuse, die selbst kein Noradrenalin mehr zu bilden vermögen, intrauterin versterben, erschien es plausibel, dass auch α2-Rezeptoren eine maßgebliche
Rolle während der Entwicklung spielen könnten. Diese Vermutung wurde durch die
Tatsache untermauert, dass α2B-KO-Mäuse nicht entsprechend einer Mendelschen
Verteilung geboren werden, wenn man heterozygote Elterntiere verpaart (Link et al.,
1996). Daher wurden Vermutungen geäußert, dass hier eine partielle embryonale
Letalität vorliegt (Cussac et al., 2001). Deshalb sollten die bisher noch nicht existierenden α2-KO-Mäuse, denen mehrere α2-Gene fehlen, generiert werden und vor allem
während der Embryonalentwicklung untersucht werden. Das Augenmerk bei der
Charakterisierung sollte hierbei auf den Mäusen mit einer Deletion für alle drei α2Rezeptoren liegen. Im weiteren bestand die Aufgabe, die Signaltransduktion von α2Rezeptoren während dieser Phase der Entwicklung, vor allem im Hinblick auf die MAPKinasen, zu untersuchen.
27
1
Kreuzung und Genotypisierung von α2-KO-Mäusen
1.1
Maushaltung
Die Mäuse wurden in einer SPF-Anlage entsprechend den Tierschutzbestimmungen
in Käfigen mit bis zu 5 Tieren und einem Tag-Nacht-Rhythmus mit 12 Stunden Helligkeit
gehalten.
1.2
Methoden
III. Methoden
Generierung von α2AB-KO- und α2BC-KO-Mäusen
Um α2-Doppel-KO-Mäuse zu erhalten, wurden die entsprechenden Einzel-KO-Mäuse
miteinander verpaart. Die so erhaltenen doppelt heterozygoten Mäuse wurden
miteinander verpaart, so dass mit einer Wahrscheinlichkeit von 6,25 % doppelt homozygote α2AB-KO-Mäuse bzw. α2BC-KO-Mäuse geboren werden sollten.
1.3
Generierung von α2ABC-KO-Mäusen
α2AC-KO-Mäuse wurden mit α2B-KO-Mäusen gekreuzt, um über die Zwischenstufe
von dreifach heterozygoten Tieren solche zu erhalten, bei denen bis auf eine Kopie
des α2B-Rezeptors alle Gene für α2-Rezeptoren deletiert waren. Diese Mäuse (α2A-/B+/-C-/-)
wurden miteinander verpaart, so dass nach Mendel zu 25 % Mäuse geboren
werden sollten, denen alle drei α2-Rezeptoren fehlten.
1.4
Prapäration genomischer DNS
Gewebebiopsien der transgenen Mäuse wurden in 200 µl Chelexpuffer mit dem Zusatz
von 3,75 µl Proteinase K-Lösung 20 mg/ml mindestens drei Stunden bei 55 °C unter
starkem Schütteln inkubiert. Nach kurzem Vortexen und Zentrifugieren bei 13000 rpm
in einer Tischzentrifuge wurde das Chelex-Harz bei 100 °C angeschmolzen. Die DNS
28
befand sich nach erneutem 3minütigen Zentrifugieren im Überstand und konnte ohne
weitere Behandlung zur PCR-Analyse verwendet werden.
1.5
0,1 M NaCl
0,5 % Natriumlauroylsarcosin
5 % Chelex®-100
in Wasser
Polymerase-Ketten-Reaktion (PCR)
Zur Genotypisierung der Mäuse aus den diversen Verpaarungen wurde die Methode
der Polymerase-Ketten-Reaktion nach Saiki (Saiki et al., 1988) benutzt, die es
ermöglicht, spezifische Abschnitte eines Gens in so großen Mengen zu amplifizieren,
dass diese Fragmente in einer Agarosegelelektrophorese sichtbar gemacht werden
können.
α2A-WT
α2A-KO
α2B-WT
α2B-KO
α2C-WT
α2C-KO
PCR-Ansatz:
Primer
5´-GGTGACACTGACGCTGGTTT
5´-AAGGAGATGACAGCCGAGAT
5´-GGTGACACTGACGCTGGTTT
5´-CGAGATCCACTAGTTCTAGC
5´-CTCTTCTGTACCTCCTCCAT
5´-CATAGATTCGCAGGTAGACG
5´-TGGATGTGGAATGTGTGCGA
5´-CATAGATTCGCAGGTAGACG
5´-CATCTTGTCCTCCTGCATAG
5´-TCTCATCCGGCTCCACTTCA
5´-GGGAAGACAATAGCAGGCAT
5´-TCTCATCCGGCTCCACTTCA
Tm
56 °C
Fragment
410 bp
56 °C
260 bp
55 °C
320 bp
55 °C
212 bp
57 °C
230 bp
57 °C
250 bp
Methoden
Chelex-Puffer:
1 µl genomische DNS aus Chelex-Abbau
0,5 µM Vorwärtsprimer
0,5 µM Rückwärtsprimer
200 µM dNTP
1x Taq-Puffer
1 U Taq-Polymerase
29
1.6
Agarosegelelektrophorese
Zur elektrophoretischen Auftrennung von DNS, die per PCR erhalten wurde, dienten
je nach Größe der DNS-Fragmente 1 bzw. 2 %ige Agarosegele, die 0,5 µg/ml Ethidiumbromid enthielten. Damit ein Absinken in die Geltaschen gewährleistet war, wurde der
DNS-Lösung zur Erhöhung der Dichte 10 % eines mit Glycerin versetzten Ladepuffers
zugegeben. Als Größenstandard wurden 0,3 µg des 100 bp-Markers der Firma New
England Biolabs verwendet. Die Auftrennung per Elektrophorese erfolgte bei
Spannungen von 8 bis 12 V/cm Trennstrecke in 1x TAE-Laufpuffer und wurde durch
UV-Licht (265 nm) sichtbar gemacht.
50x TAE-Puffer:
10 mM EDTA
50 mM (CH3COO)Na
400 mM Tris-HCl pH 8
Ladepuffer:
0,25 % (M/V) Bromphenolblau
50 % (V/V) Glycerin
50 % (V/V) H2O
2
Histologische Untersuchungen
2.1
Herstellung von Kunstharzschnitten
Methoden
Für gewöhnlich wurden nach 2 min Denaturierung der DNS bei 94 °C 30 Zyklen
(bestehend aus 15 s 94 °C, 20 s bei der entsprechenden Hybridisierungstemperatur
Tm und 25 s 72 °C) durchgeführt, an die sich 7 min 72 °C anschlossen, damit
gewährleistet war, dass alle angefangenen Fragmente zu Ende synthetisiert wurden.
Verwendet wurden hierfür Thermocycler der Firma Applied Biosystems. Nach Ende
der PCR wurde der Reaktionsansatz mit 10 % Ladepuffer versetzt und in einem 2 %igen
Agarosegel aufgetrennt.
2.1.1 Perfusionsfixierung von narkotisierten Mäusen
Um Gewebe für eine nachfolgende Einbettung in Kunstharz optimal zu fixieren, wurden
Mäuse perfundiert. Kontrolliert verpaarte Mäuse wurden mit Tribromethanol narkotisiert
(15 µl/g Körpergewicht einer 2,5 %igen Lösung in tert-Isoamylalkohol) und auf Styropor
in einer Wanne aufgespannt. Nach dem Öffnen des Brustkorbs wurde eine Kanüle in
30
Perfusionslösung:
2 % Paraformaldehyd
0,2 % Glutaraldehyd
in PBS
2.1.2 Epon-Einbettung von Geweben mit Durcupan® ACM (Fluka)
Methoden
die linke Herzkammer eingeführt, der rechte Vorhof mit einer kleinen Schere aufgeschnitten und durch eine Kanüle mit konstantem Druck die frisch angesetzte
Perfusionslösung eingeleitet. Die Perfusion galt als beendet, wenn die Leber deutlich
bleich geworden war. Anschließend wurden die Embryonen entnommen und über Nacht
bei 4 °C in 4 % Paraformaldehyd nachfixiert und danach bei 4 °C in PBS bis zur weiteren
Verwendung gelagert.
Perfusionsfixiertes Gewebe wurde mit einer aufsteigenden Alkoholreihe (je 10 min
50 %, 70 %, 90 % und zweimal EtOH abs.) dehydratisiert und für 10 min in eine Mischung
aus zwei Teilen EtOH abs. und einem Teil M1 eingelegt. Nach 10 min Inkubation in
einem Teil EtOH abs. und zwei Teilen M1 folgten zweimal 15 min M1 bei 50 °C.
Schließlich wurde in M2 umgebettet und nach 30 min bei 50 °C erfolgte die Polymerisation über einen Zeitraum von 48 h hinweg bei 70 °C.
M1, M2: Herstellung nach Anweisung des Herstellers
2.1.3 Anfertigung der Kunstharzschnitte
In Epon eingebettetes Gewebe wurde mit einem Rotationsmicrotom (Leica RM2165)
in 1 µm dicke Schnitte geschnitten, die mit Toluidinblau (1 %ige Lösung, mit 1 % Borax
gepuffert) angefärbt und anschließend mit dem Roti-Histo-Kitt® eingedeckt wurden.
Die Schnitte wurden freundlicherweise von Kerstin Hadamek (Institut für Pharmakologie,
Universität Würzburg) angefertigt.
2.2
Ermittlung von Plazentaparametern
Zur Quantifizierung der strukturellen Eigenschaften der Plazenta wurde mit einer mit
einem Mikroskop (Zeiss Axiovert 135) verbundenen Digitalkamera (Spot Insight Color,
Diagnostics Instruments, Inc.) von Wildtyp-, α2AC- und α2ABC-KO-Plazentaschnitten
(Epon-Einbettung) (E10,5) jeweils das Labyrinth photographiert. Auf die digitalen Bilder
31
wurde in Adobe Photoshop ein Raster gelegt und ausgezählt, welcher Strukturtyp
unter den Rasterschnittpunkten lag; dies wurde auf die ganze Labyrinthfläche bezogen.
Außerdem wurden die Grenzen der embryonalen und mütterlichen Gefäße markiert
und über die Anzahl der so erzeugten Pixel der Anteil an der Gesamtlabyrinthfläche
ermittelt.
2.3
Herstellung von Paraffinschnitten
Unmittelbar nach der Präparation wurde das Gewebe über Nacht in 4 % Paraformaldehydlösung bei 4 °C fixiert. Anschließend erfolgten 2 15minütige Waschgänge
mit PBS und einer mit 0,9 % NaCl. In einer ansteigenden Isopropanolreihe (30 %,
50 %, 70 %, 85 %, 95 %, zweimal 100 %) wurde das Gewebe dehydratisiert, um dann
über eine Isopropanol-Chloroform-Zwischenstufe (1:1) in Chloroform überführt zu
werden. Für die Einbettung wurde das Gewebe so lange bei 60 °C in offenen Gefäßen,
die mit Chloroform-Paraffin gefüllt waren, inkubiert, bis das Chloroform komplett
verdampft war. Nach dreimaligem Wechsel des flüssigen Paraffinwachses wurde das
Gewebe in Blöcke eingebettet, die bei 4 °C gelagert wurden.
Methoden
2.3.1 Paraffineinbettung von Gewebe
2.3.2 Anfertigung der Paraffinschnitte
Mit einem Microtom (Leica RM2165) wurden 4 bis 8 µm dicke Schnitte aus Paraffinblöcken geschnitten, die in einem 37 °C warmen Wasserbad gestreckt wurden. Nach
dem Aufziehen auf Polylysin-beschichtete Objektträger wurden die Schnitte bei 42 °C
getrocknet und anschließend bei 4 °C gelagert.
2.3.3 HE-Färbung von Paraffinschnitten
Die Schnitte wurden mit CHCl3 entparaffinisiert und in einer absteigenden Ethanolreihe
rehydratisiert. Danach wurden die Schnitte 10 min in 0,5 % Hämatoxylin inkubiert, mit
Leitungswasser gespült, 5 min mit 0,1 % Phloxin gefärbt und erneut mit Leitungswasser
gespült. Aufgrund der Wasserlöslichkeit des Phloxins wurden die Schnitte vor dem
Eindecken in einer aufsteigenden Ethanolreihe wieder dehydratisiert und mit Xylol
nachgewaschen.
32
2.3.4 Sirius Rot-Färbung von Paraffinschnitten
Die entparaffinisierten Schnitte wurden nach ihrer Rehydratisierung 30 min in Sirius
Rot-Lösung gefärbt, kurz in Wasser gewaschen und anschließend mit Weigert´scher
Lösung gegengefärbt. Daraufhin erfolgte fünfmaliges Waschen mit EtOH abs., kurzes
Benetzen mit Xylol und danach das Eindecken mit dem Roti-Histo-Kitt®.
0,1 % Sirius Rot F3B in gesättigter Pikrinsäurelösung
Weigert´sche Lösung: 1 Teil 1 %ige Hämatoxylin-Lösung in EtOH abs.
1 Teil 60 mM FeCl3-Lösung in 0,1 % HCl
2.4
Methoden
Sirius Rot-Lösung:
Herstellung von Kryostatschnitten
2.4.1 Herstellung von Kryostatschnitten ohne Vorfixierung
Frisch präpariertes Gewebe wurde direkt in Aluminiumschälchen mit Tissue-Tek®
überschichtet und langsam in flüssigem Stickstoff eingefroren. Die fertigen Blöcke
wurden bei –80 °C gelagert. An einem Kryostatschneidetisch (Leica CM3050S) wurden
im folgenden 10 µm dicke Kryostatschnitte angefertigt und auf beschichtete Objektträger
überführt. Nach kurzem Trocknen waren die Schnitte bereit für nachfolgende Inkubationsschritte. Die Kryostatschnitte wurden ebenfalls von Kerstin Hadamek angefertigt.
2.4.2 Herstellung von Kryostatschnitten mit Vorfixierung
In 4 % Paraformaldehyd fixiertes Gewebe wurde zweimal 15 min mit PBS gewaschen
und wurde danach bei 4 °C in zwei mehrstündigen Schritten mit Saccharose gesättigt
(10 % und 20 % Saccharose in PBS). Hinterher wurde die gleiche Prozedur wie bei
unfixiertem Gewebe angewendet (s.o.).
3
Physiologie von α2ABC-KO-Embryonen
3.1
Entnahme von Embryonen
6 bis 9 Wochen alte Weibchen wurden mit Männchen über Nacht verpaart und am
nächsten Morgen auf einen Vaginalpfropf kontrolliert. War ein Pfropf vorhanden, so
33
3.2
Photographie von Embryonen
Methoden
galt dieser Tag – unter der Annahme, dass die Befruchtung um Mitternacht stattgefunden
hatte – als Tag E0,5 der Embryonalentwicklung. 9 bzw. 10 Tage später wurde die
trächtige Maus durch zervikale Dislokation getötet und die Embryonen, die zu diesem
Zeitpunkt etwa 2 (Tag E9,5) bis 5 mm (T
ag E10,5) groß sind, aus dem Uterus
herauspräpariert. Auf einer Wärmeplatte wurden schließlich die Embryonen von umgebendem extraembryonalen Geweben getrennt. Der Genotyp wurde jeweils unter
Verwendung eines kleinen Dottersackstücks ermittelt. Für die nachfolgenden Experimente wie Western Blot-Analyse oder Catecholaminbestimmung wurde das
Embryonalgewebe sofort in flüssigem Stickstoff eingefroren und bei –80 °C gelagert.
Die Photos wurden mit einer Kamera der Firma Minolta (Typ X-300s), die über einen
Adapter mit einer Stereolupe (Leica MZ6) verbunden wurde, mit Belichtungsautomatik
aufgenommen. Die Embryonen wurden zur besseren Kontrastierung in vorgewärmtes
PBS überführt.
3.3
Messung der Herzfrequenz von Mausembryonen
Während des Präparierens der Embryonen wurde gezählt, wie oft das Herz innerhalb
von 30 s schlug. Dafür lagen die Embryonen in einer Petrischale mit Hepes-gepuffertem
DMEM-Medium, die auf einer Wärmeplatte von 41 °C stand.
3.4
Catecholaminbestimmung in Embryonen
Die Bestimmung der Catecholaminspiegel geschah mit Unterstützung von Carsten
Arnolt und Marianne Babl aus der Arbeitsgruppe von Prof. Dr. Graefe (Institut für
Pharmakologie und Toxikologie, Universität Würzburg).
Gefrorene Embryonen (E10,5) wurden auf einer Feinwaage gewogen und anschließend
in 1 ml 0,4 M HClO4 und 100 µl 2,2 mM DHBA als internem Standard mit einem Stabhomogenisator zerkleinert. Danach wurden die Catecholamine über Nacht bei 4 °C
extrahiert. Nach einer kurzen Zentrifugation wurde 1 ml des Überstandes mit 500 µl
Stabilisatormix, 350 µl 2 M Tris pH 10 und 20 mg Aluminiumoxidkügelchen versetzt
und 5 min über Kopf geschüttelt, so daß die Catecholamine an das Aluminiumoxid
banden. Die Kügelchen wurden abfiltriert und zweimal mit Wasser gewaschen. Am
Schluß wurden die so aufgereinigten Catecholamine in zwei 100 µl Schritten mit 0,1 M
34
HClO4 von den Kügelchen eluiert und über einen automatisierten Injektor (WISP 717,
Waters) in die HPLC-Anlage eingespritzt. Die Detektion nach Passage der Reversed
Phase-Säule erfolgte elektrochemisch. Mittels eines Millennium 2010 ChromatographManagers (Waters) wurden die Messungen ausgewertet und im Nachhinein auf die
Embryomasse bezogen.
27 mM EDTA
50 mM Na2SO3
4
Lokalisation von α2-Rezeptoren während der Embryonalentwicklung
4.1
Nachweis der α2-Rezeptoren per RT-PCR
Methoden
Stabilisatormix:
4.1.1 Präparation von Gesamt-RNS mit saurer Phenolextraktion
Alle hierbei verwendeten Lösungen wurden mit DEPC-behandeltem Wasser hergestellt
und sämtliche Arbeiten wurden unter größtmöglicher Sauberkeit durchgeführt, um
Kontamination mit RNasen zu vermeiden.
Das unmittelbar nach dem Präparieren in flüssigem Stickstoff eingefrorene Gewebe
wurde mit einem Stabhomogenisator in 800 µl Lysislösung zerkleinert und nacheinander
mit 100 µl 2 M (CH3COO)Na pH 4,0, 800 µl Phenol und 150 µl CHCl3/Isoamylalkohol
(25:1) versetzt. Nach 15 min Eiskühlung wurde 10 min bei 14000 rpm und 4 °C in einer
Tischzentrifuge zentrifugiert. Aus der wäßrigen Phase wurde mit Isopropanol im
Überschuß die RNS für 30 min bei –20 °C gefällt und 10 min bei 14000 rpm bei 4 °C
abzentrifugiert. Das RNS-Pellet wurde mit 300 µl Lysislösung resuspendiert und mit
Isopropanol ein zweites Mal gefällt (30 min bei –20 °C). Das so gewonnene Pellet
wurde mit 75 % EtOH gewaschen, kurz getrocknet und nachfolgend in DEPCbehandeltem Wasser gelöst. Die Lagerung erfolgte bei –80 °C.
DEPC-Wasser:
0,1 %(V/V) DEPC in Millipore-Wasser mehrere Stunden rühren,
dann autoklavieren
Lysislösung:
20 mM N-Lauroylsarcosin
25 mM Natriumcitrat
4 M Guanidiniumthiocyanat
0,7 % (M/V) Mercaptoethanol
35
4.1.2 Quantifizierung von RNS
Die Gehaltsbestimmung von RNS wurde in einer geeigneten wäßrigen Verdünnung
mithilfe eines UV-Photometers (Shimadzu UV-1601) bei 260 nm in Quarzküvetten
vorgenommen. Einer Absorption von 1 entsprach die Konzentration von 40 µg/µl RNS.
Für eine ausreichende Reinheit sollte der Absorptionskoeffizient (260 nm/280 nm) größer
als 1,8 sein.
Zur elektrophoretischen Auftrennung von RNS wurden 1,2 %ige Agarosegele verwendet, denen 1,8 % Formaldehyd (V/V) und 0,5 µg/ml Ethidiumbromid zugesetzt
waren. Vor dem Auftragen auf das Gel wurde die RNS mit RNS-Ladepuffer versetzt,
10 min bei 65 °C hitzedenaturiert und anschließend eisgekühlt. Die Elektrophorese
selbst wurde bei einer Spannung von 7 V/cm Trennstrecke durchgeführt. Mithilfe von
UV-Licht konnten die Banden für die 28s- und 18s-rRNS detektiert werden.
4.2
10x RNS-Gelpuffer:
10 mM EDTA
50 mM (CH3COO)Na
200 mM MOPS
pH 7,0
RNS-Laufpuffer:
1x RNS-Gelpuffer mit 0,75 % (V/V) Formaldehyd
RNS-Ladepuffer:
16 µl gesättigte Bromphenolblaulösung
80 µl 0,5 M EDTA pH 8
100 µl Wasser
720 µl Formaldehyd 37 %
2 ml Glycerol 100 %
3084 µl Formamid
4 ml 10x RNS-Gelpuffer
Methoden
4.1.3 Denaturierende Agarosegelelektrophorese von RNS
RT-PCR von RNS
Da die Gene für α2-Rezeptoren nicht über Introns verfügen, die die Möglichkeit bieten, Primer zu wählen, mithilfe derer in cDNS umgeschriebene RNS von genomischer
DNS unterschieden werden kann, mußte vor Beginn der RT-PCR die präparierte RNS
36
von verbliebenen Restmengen an DNS befreit werden. Dafür wurde eine einstündige
Inkubation mit DNaseI bei 37 °C durchgeführt und nachfolgend eine RNSGelelektrophorese, um sicher zu stellen, dass keine Degradierung der RNS damit
verursacht wurde.
1 µg RNS wurde durch den RT-Mix erst 15 min bei 42 °C transkribiert in cDNS, diese
dann 5 min bei 99 °C hitzedenaturiert und anschließend sofort auf Eis gestellt.
RT-Mix:
2,5 µM Oligo-dTTP
1 mM dNTP
5 mM DTT
1x Superscript Puffer
2-4 U RNasin
20 U Superscript Reverse Transkriptase
Methoden
4.2.1 Reverse Transkription für den α2A- und den α2B-Rezeptor
4.2.2 Reverse Transkription für den α2C-Rezeptor
1 µg RNS wurde mit dem RT-Mix 10 min bei 70 °C inkubiert, dann sofort auf Eis gestellt.
Nachfolgend wurden 200 U reverse Transkriptase zugegeben und eine Stunde lang
bei 42 °C transkribiert. Nach 10minütigem Denaturieren bei 95 °C wurden die Ansätze
bei 0 °C zwischengelagert bis zur PCR.
RT-Mix:
2,5 µM RT-Primer für α2C (5´-TAAAGAGCGGTTCTGGCA)
500 µM dNTP
5 mM DTT
1x Superscript Puffer
2-4 U RNasin
4.2.3 PCR der cDNS
Mit 2 µl der durch die reverse Transkription entstandenen cDNS wurde eine Rezeptorsubtyp-spezifische PCR durchgeführt. Diese ergab für den α2A-Rezeptor ein 276 bp
großes Fragment und für den α2B-Rezeptor eines von 466 bp, die beide in einem
2 %igem Agarosegel detektiert wurden. Für den Nachweis des α2C-Rezeptors wurde
37
α2A
α2B
α2C
4.3
Primer
5´-CATCAGCCTTGACCGCTACTG
5´-CGCACGTAGACCAGGATCATG
5´-TCATCCTCTTCACCATTTTCGG
5´-CTGGAAGCCAAGATGTACCAGG
5´-TTC ACC GTG GTA GGC AAT
5´-TTT CTC GCT GAG CGT ACG
Tm
58 °C
Fragment
276 bp
60 °C
466 bp
54 °C
551 bp
PCR-Mix:
wie unter „Genotypisierung von α2-Mehrfach-KO-Mäusen“
beschrieben
PCR-Bedingungen:
2 min 94 °C
30 s 94 °C
1 min bei Tm
1 min 72 °C
7 min 72 °C
Methoden
die PCR mit 3 µl des Produktes aus der reversen Transkription angesetzt (35 Zyklen).
Das damit erhaltene Fragment war 551 bp lang und wurde ebenfalls mit einem 2%igen
Agarosegel nachgewiesen.
32-35 Zyklen
Nachweis der α2-Rezeptoren mittels Radioligandenbindungsstudien
4.3.1 Präparation von Membranen
Jeweils 5 bis 8 Plazenten von Tag E10,5 der Embryonalentwicklung wurden mit einem
Ultraturraxhomogenisator (Janke & Kunkel) in 5 ml eines hypotonen Lysepuffers
zerkleinert. Die so erhaltene Suspension wurde 10 min bei 1500xg und 4 °C zentrifugiert,
um Zellkerne und größere Fragmente abzutrennen. Der Überstand, der die
Zellmembranen enthält, wurde anschließend bei 145000xg bei 4 °C 30 min lang
zentrifugiert. Das so erhaltene Membranpellet wurde in 1 ml Bindungspuffer
resuspendiert. Nach sorg-fältigem Homogenisieren mit einem Glashomogenisator
erfolgte eine Protein-bestimmung nach Bradford (Bradford, 1974).
Hypotoner Lysepuffer: 2 mM EDTA
5 mM Tris
pH 7,4
38
Bindungspuffer:
4 mM EGTA
4 mM EDTA
32 mM Hepes
80 mM NaCl
pH 7,6
Zur einfachen Proteinbestimmung in Suspensionen von Zellmembranen wurde die
Methode nach Bradford benutzt, die auf der Bindung von Coomassie Brilliant Blau G250 an Proteine und demzufolge auf der meßbaren Verschiebung des Absorptionsmaximums des Farbstoffs von 465 nm nach 595 nm basiert. Mit der aus 1 ml BradfordLösung plus 5 µl Suspension resultierenden Absorption wurde die Konzentration anhand
einer Kalibriergerade mit BSA errechnet.
Methoden
4.3.2 Proteinbestimmung nach Bradford
4.3.3 Bestimmung der Rezeptordichte in Plazenten
Die Dichte von α2-Rezeptoren in der Plazenta an Tag E10,5 der Embryonalentwicklung
wurde mit 60 bis 70 µg Protein in Form der Membransuspensionen (s.o.) untersucht.
Hierfür wurde mit 7 unterschiedlichen Konzentrationen des Radioliganden [3 H]RX821002 die totale Bindung des Liganden an α2-Rezeptoren und die unspezifische
Bindung in Anwesenheit von 1 µM Atipamezol ermittelt, aus deren Differenz sich die
spezifische Bindung ergab. Die Reaktionsansätze sahen wie folgt aus:
Membransuspension
[3H]-RX821002
Atipamezol
Bindungspuffer
Totale Bindung
50 µl
50 µl
100 µl
Unspezifische Bindung
50 µl
50 µl
50 µl
50 µl
Nach dem Zusammenmischen der einzelnen Komponenten wurden die Reaktionen
eine Stunde bei Raumtemperatur inkubiert und anschließend an einem VakuumMillipore-Topf über GF/B-Filter abgesaugt. Die Filter wurden dreimal mit einer eisgekühlten 25 mM Glycylglycin-Lösung pH 7,5 gewaschen, in Szintillationsröhrchen
überführt und mit 4 ml Szintillationslösung überschichtet. Nach 4 Stunden wurden die
Proben am β-Counter (Beckman LS1801) ausgezählt.
39
4.4
Lokalisation der Rezeptoren in der Plazenta
4.4.1 Autoradiographie
eingebettet und langsam in flüssigem Stickstoff eingefroren. Anschließend wurden
10 µm dicke Kryostatschnitte angefertigt, die auf Objektträger überführt wurden. Die
Schnitte wurden mit [3H]-RX821002 (8 nM in Autoradiographiepuffer) benetzt und eine
Stunde bei Raumtemperatur in einer feuchten Kammer inkubiert. Darauffolgend wurden
die Schnitte zweimal mit kaltem Autoradiographiepuffer gewaschen, mit Wasser gespült
und luftgetrocknet. Anschließend wurde ein [3H]-Autoradiographiefilm für 8 bis 12
Wochen bei –80 °C aufgelegt und nach erfolgter Exposition entwickelt.
Autoradiographiepuffer:
Methoden
Plazenten (E10,5) wurden direkt nach der Entnahme aus dem Uterus in Tissue Tek®
1,5 mM EDTA
50 mM Tris pH 7,5
4.4.2 RNS in situ-Hybridisierung an Paraffinschnitten von Plazenten zur Lokalisation
von Riesenzellen und Spongiotrophoblastzellen
Zum Zwecke der Untersuchung der räumlichen und zeitlichen Expression von Genen
wurde die Methode der in situ-Hybridisierung gewählt. Hierbei wurde eine Digoxigeninmarkierte, zur zellulären RNS komplementäre, einzelstängige RNS an die gewebespezifische RNS der Zelle angelagert und immunhistochemisch über einen Antikörper,
der an eine alkalische Phosphatase gekoppelt war, detektiert. Mit dieser Phosphatase
wurde ein Chromogen in einen Farbstoff umgesetzt, der sich dort ablagerte, wo die
markierte RNS mit der endogenen einen Doppelstrang ausgebildet hatte. Die in situHybridisierungen wurden in Zusammenarbeit mit dem Labor von Prof. Dr. Gessler
(Biozentrum, Universität Würzburg) erstellt.
4.4.2.1Herstellung Digoxigenin-markierter RNS-Sonden durch in vitroTranskription
10 µg Plasmid-DNS, die das Gen enthielt, das detektiert werden sollte, wurden am 5´Ende der gewünschten Sequenz mit Restriktionsenzymen linearisiert. Eine wichtige
Voraussetzung für die nachfolgende Transkription war, dass hinter dem zu analysierenden Gen im Plasmid eine Bindestelle für RNS-Polymerasen (T3-, T7- oder SP6Promotor) war, wo die Polymerase zum Abschreiben der Antisense-Sonde andocken
40
Transkriptionsansatz:
14,5 µl linearisierte Plasmid-DNS
2 µl 10x Transkriptionspuffer
1,5 µl Digoxigenin-Labeling-Mix
1,2 µl RNS-Polymerase
0,8 µl RNasin
Hybridisierungslösung:
5 mM EDTA
100 µg/ml Heparin
100 µg/ml tRNA aus Hefe
0,2 % (M/V) Tween 20
0,5 % (M/V) CHAPS
1,3 x SSC pH 5
50 % Formamid (deionisiert)
Methoden
konnte. Vorher jedoch wurde der Restriktionsansatz mit Phenol und Chloroform/
Isoamylalkohol (25:1) gereinigt und mit 1/10 Volumen 3 M (CH3COO)Na und 2,5 Volumen EtOH abs. bei –20 °C gefällt, um das Restriktionsenzym wieder zu entfernen. Die
so präzipitierte DNS wurde mit 70 %igem EtOH gewaschen und in 20 µl DEPC-Wasser
gelöst. Für die nachfolgende in vitro-Transkription wurden 2 bis 4 µl linearisierter
Plasmid-DNS (entsprechend 1 bis 2 µg DNS) benutzt. Der Transkriptionsansatz wurde
zwei Stunden bei 37 °C inkubiert und danach 15 min bei 37 °C mit DNase verdaut, um
sämtliche DNS wieder zu entfernen. Um die dabei erhaltene RNS-Qualität zu testen,
wurden 2 µl davon auf einem denaturierendes Agarosegel einer Elektrophorese
überführt. Der Rest wurde mit 7 µl NH4(CH3COO) und 75 µl kalten EtOH abs. gefällt
(30 min –80 °C). Die pelletierte RNS wurde mit 70 % EtOH gewaschen, kurz bei
Raumtemperatur getrocknet und dann in 100 µl DEPC-Wasser bei 50 °C gelöst. Für
die Hybridisierung im Anschluß wurde die RNS 1:10 mit Hybridisierungslösung verdünnt
und bei –20 °C aufbewahrt.
4.4.2.2RNS-in situ-Hybridisierung an Paraffinschnitten
Alle Lösungen, die vor und während der Hybridisierung benutzt wurden, wurden mit
höchster Sauberkeit und mit DEPC-Wasser hergestellt. Auf absolute RNase-Freiheit
wurde geachtet.
Um die zelluläre RNS der markierten Sonde zugänglich zu machen, mußte zuerst das
Paraffin von der Einbettung entfernt werden: Dafür wurden die Schnitte erst zweimal
10 min in CHCl3 gewaschen und dann zweimal für 5 min in EtOH abs. In einer abstei41
Proteinase K:
Methoden
genden Ethanolreihe wurden die Schnitte schrittweise wieder rehydratisiert. Nach
zweimaligem Waschen in PBS mußten die Schnitte durch eine 30minütige Behandlung
mit 4 % Paraformaldehyd neu fixiert werden. Überschüssiges Paraformaldehyd wurde
durch zwei Waschgänge mit PBS entfernt. Durch eine Inkubation mit Proteinase K
während 10 min wurden einerseits RNS-bindende Proteine von der RNS gelöst und
andererseits Zellmembranen permeabel gemacht, damit die endogene RNS in der
Zelle für die markierte RNS zugänglich war. Nach 5minütigem Spülen mit PBS wurde
ein erneut mit Paraformaldehyd fixiert (30 min), zweimal mit PBS, zweimal 2 min mit
2x SSC und schließlich zweimal mit Tris/Glycin-Puffer für 15 min gewaschen. Nach
kurzem Abtropfen wurden die Objektträger mit den Schnitten in Heraeus-QuadripermKästen gelegt und die Schnitte mit jeweils 55 µl in Hybridisierungslösung (versetzt mit
0,1 % tRNS) verdünnter, denaturierter RNS-Sonde bedeckt. Die Schnitte wurden dann
mit Parafilm abgedeckt und in einer feuchten Kammer über Nacht im Wasserbad bei
70 °C hybridisiert. Am nächsten Tag wurden die Schnitte dreimal 20 min 5x SSC bei
Raumtemperatur und danach 40 min bei 60 °C mit vorgewärmtem 0,5x SSC/20 %
Formamid gewaschen. Letztere Waschlösung wurde erneuert und auf 37 °C abgekühlt,
bevor die Schnitte 15 min lang bei 37 °C in NTE inkubiert wurden und danach 30 min
bei 37 °C mit RNase A (10 µg/ml in NTE) behandelt wurden, um nicht gebundene Sonde
wieder zu beseitigen. Nach einem neuerlichen Waschschritt für 15 min bei 37 °C in
NTE wurden die Schnitte nochmals für 30 min bei 60 °C in 0,5x SSC/20% Formamid
inkubiert und zum Schluß bei Raumtemperatur 30 min in 2x SSC. Danach wurden die
Schnitte bei Raumtemperatur für eine Stunde mit 1 % Blockreagenz in 1x MABT bedeckt
und über Nacht bei 4 °C mit dem anti-Digoxigenin-Antikörper (1:5000 in der gleichen
Lösung verdünnt), an den eine alkalische Phosphatase gekoppelt war, inkubiert. Am
dritten Tag wurden die Schnitte erst siebenmal (10 bis 20 min) in TBST gewaschen,
dann zweimal 10 min in NTMT und schließlich 10 min mit NTMT, das 2 mM Levamisol
enthielt. Zum Färben wurde BM-Purple-Lösung, von der die unlöslichen Partikel kurz
abzentrifugiert wurden, auf die Schnitte pipettiert und für mehrere Tage unter Lichtausschluß so belassen, bis eine zufriedenstellende Färbung durch Umsetzung des
BM-Purple in einen blauen Farbstoff durch die alkalische Phosphatase erreicht wurde.
Wenn es länger als eine Woche dauerte, bis ein deutliches Farbprodukt erkennbar
war, wurde die Färbelösung mehrmals erneuert. Die Färbung wurde durch Waschen
in NTMT (zweimal 15 min) und PBS gestoppt und die Schnitte konnten mit vorgewärmter
Kaisers Glyceringelatine dauerhaft eingedeckt werden.
10 µg/ml Proteinase K
20 mM Tris
1 mM EDTA
42
0,3 M Natriumcitrat
3 M NaCl
pH 5
Tris-Glycin-Puffer:
0,1 M Tris
0,1 M Glycin
NTE:
5 mM EDTA
10 mM Tris-HCl pH 7,0
500 mM NaCl
MABT:
100 mM Maleinsäure
150 mM NaCl
1 % (V/V) Tween 20
TBST:
2,7 mM KCl
25 mM Tris-HCl pH 7,5
140 mM NaCl
0,1 % (V/V) Tween 20
NTMT:
10 mM NaCl
50 mM MgCl2
100 mM Tris-HCl pH 9,5
0,1 % (V/V) Tween 20
BM-Purple-Färbelösung:
10 ml BM-Purple
2 mM Levamisol
0,1 % (V/V) Tween 20
5
Signaltransduktion von α2-Rezeptoren in Embryonalgewebe und in Zellen
5.1
Bestimmung von cAMP in Embryonalgewebe
Methoden
20x SSC:
Gefrorenes Gewebe wurde mithilfe eines Minipistills in Eppendorf-Reaktionsgefäßen
zerstoßen und in 2 % (V/V) HClO4 unter Zusatz von 100 µM IBMX 15 min bei Raumtemperatur extrahiert. Diese Suspension wurde mit 1M KOH neutralisiert und in
flüssigem Stickstoff schockgefroren. Nach dem Auftauen wurde in einer Tischzentrifuge
43
bei 13000 rpm 3 min zentrifugiert. Mit dem Überstand, mit dem nachfolgend eine
Proteinbestimmung mit Amidoschwarz durchgeführt wurde, wurde in geeigneten
Verdünnungen die cAMP-Konzentration mit dem cAMP [125I] Direct Biotrak Szintillation
Proximity Assay® System von Amersham Biosciences bestimmt.
5.2
Gewinnung von Plasmid-DNS
E.coli-Kulturen zum Zwecke einer Vorkultur wurden in 5 ml LB-Medium mit einer
Einzelkolonie einer LB-Agarplatte angeimpft und bei 37 °C auf einem Rotationsschüttler
bei 200 rpm mehrere Stunden hoch gezogen. Diese Vorkultur wurde zu einer 400 mlMaxikultur expandiert. Die Stammhaltung erfolgte mit 20 % Glycerin bei –80 °C.
LB-Medium:
Methoden
5.2.1 Kultur von E.coli
0,5 % (M/V) Hefe-Extrakt
1 % (M/V) NaCl
1 % (M/V) Trypton
5.2.2 Herstellung kompetenter Bakterien
250 ml LB-Medium wurden in einem 1 l Schüttelkolben mit einer E.coli-Kolonie von
einer Agarplatte angeimpft und bei Raumtemperatur bis zu einer optischen Dichte von
0,6 (λ=600 nm) unter Schütteln inkubiert. Nach 10minütiger Inkubation auf Eis wurde
die Kultur 10 min bei 5000 xg abzentrifugiert. Das Bakterienpellet wurde in 25 ml eisgekühltem TSB resuspendiert und in 100 µl Portionen zuerst in flüssigem Stickstoff
schockgefroren und anschließend bei –80 °C aufbewahrt.
TSB:
20 mM MgSO4
5 % (V/V) DMSO
10 % (M/V) PEG 3000
in LB-Medium
pH 6,1
5.2.3 Transformation von E. coli
1 µl Plasmid-DNA wurden mit 100 µl 1x KCM-Puffer und 100 µl kompetenter Bakterien
44
5x KCM-Puffer:
150 mM CaCl2
250 mM MgCl2
500 mM KCl
Agarplatten:
1,5 % (M/V) Agar in LB-Medium
Methoden
vermischt, die schonend auf Eis aufgetaut wurden. Auf eine 20minütige Inkubation auf
Eis folgte eine 10minütige bei Raumtemperatur. Hiernach wurden 800 µl autoklaviertes
LB-Medium ohne Ampicillin zugegeben und 50 min bei 37 °C geschüttelt. Vom
Transformationsansatz wurde ein Teil auf eine Agarplatte mit Ampicillin (100 µg/ml)
ausplattiert.
5.2.4 Plasmidpräparation mithilfe von Qiagen®- Säulen
Die Extraktion der amplifizierten Plasmide erfolgte nach Anweisung des Herstellers
mit Anionenaustauschersäulen (Qiagen-tip 500). Der Gehalt der dabei erhaltenen DNS
wurde auf 1 µg/µl eingestellt.
5.2.5 Quantifizierung von DNS
Die DNS wurde entsprechend in Wasser verdünnt und die Absorption bei 260 nm
ermittelt. Dabei entspricht eine Absorption von 1 einer Konzentration von 50 µg/µl. Zur
Überprüfung der Reinheit wurde der Koeffizient der Absorption bei 260 nm und der bei
280 nm herangezogen, der größer als 1,6 sein sollte, um störende Proteinverunreinigungen ausschließen zu können.
5.3
Kultur von eukaryontischen Zellen
Die Kultur von HEK293-Zellen erfolgte in DMEM, dem 10 % FCS,L-Glutamin (2 mM),
Penicillin (100 U/ml) und Streptomycin (100 µg/ml) zugesetzt wurden, bei 37 °C und
7 % CO 2 . Alle zwei Tage, bevor 80 % Konfluenz erreicht wurden, wurde eine
Passagierung durch-geführt. Dies geschah durch Ablösen der adhärenten Zellen mit
Trypsin. Die Zell-suspension wurde mit dem gleichen Volumen Medium versetzt und 3
min bei 130xg zentrifugiert. Das so erhaltene Zellpellet erfuhr eine Resuspendierung
in Medium und wurde gleichmäßig auf 3 bis 7 neue Petrischalen verteilt.
45
5.3.1 Transfektion von eukaryontischen Zellen
auf 6-Loch-Schalen verteilt. Der Transfektionsansatz bestehend aus 6 µg DNS, 15 µl
2,5 M Ca3(PO4)2, 135 µl 2x BBS und 150 µl Wasser (berechnet für ein Loch einer 6Loch-Schale) wurde nach kräftigem Durchmischen 10 bis 20 min bei Raumtemperatur
stehen gelassen und anschließend vorsichtig auf die Zellen aufgetropft. Nachdem die
Zellen über Nacht bei 37 °C und 3 % CO2 standen, wurde ein Mediumwechsel durchgeführt. 24 bis 48 h nach der Transfektion wurden die Zellen für weitere Versuche
benutzt.
2x BBS:
1,5 mM Na2HPO4 • 7 H2O
50 mM BES
280 mM NaCl
pH 6,95
Methoden
Drei bis vier Stunden vor Transfektion mit der Calciumphosphatmethode nach Chen &
Okayama (Chen et al., 1987) wurden die Zellen einer Petrischale mit 9 cm Durchmesser
5.3.2 Bestimmung der Transfektionseffizienz
Ob und inwieweit die Transfektionsreagenzien zu einer zufriedenstellenden Transfektion
führten, wurde durch Transfektion eines Plasmids ermittelt, das nach dem Promotor
des Cytomegalieviruses das lacZ-Gen, also die codierende Sequenz für die β-Galactosidase enthielt. Dieses Enzym vermag das Chromogen X-Gal in ein blaues Produkt zu
überführen, anhand dessen die Transfektionseffizienz per Lichtmikroskopie abgelesen
werden kann. Dafür wurden die transfizierten Zellen mit 2 % Paraformaldehyd /0,2 %
Glutaraldehyd in 1x PBS für 30 min bei Raumtemperatur fixiert und anschließend eine
bis mehrere Stunden bei 37 °C mit der Färbelösung bestehend aus 1 g/ml X-Gal, 2 mM
MgCl2 und 5 mM K4[Fe(CN)6]/ K3[Fe(CN)6] in PBS inkubiert.
5.4
Stimulation von Zellen und Gewebe
5.4.1 HEK-Zellen
48 Stunden nach Transfektion der HEK293-Zellen erfolgte ein Mediumwechsel von
serumhaltigem zu einem gänzlich serumfreien Medium, in dem die Zellen 12 Stunden
später mit dem α2-Agonisten Brimonidin (UK14304) (1 µM), 30 ng/ml PDGF-BB oder
10 % FCS für 5 bis 60 min stimuliert wurden. Anschließend wurde das Medium ab46
gesaugt und die Zellen zweimal mit PBS gewaschen.
Die an Tag E10,5 aus dem Uterus entnommenen Mausdottersäcke wurden in RPMI
1640-Medium, das kein FCS enthielt, überführt. Das Medium wurde dreimal im 5Minuten-Abstand erneuert, um Reste an endogenen Wachstumsfaktoren und Catecholaminen herauszuspülen. Nach 24 Stunden Kultur bei 5 % CO2 und 37 °C wurden die
Dottersäcke für 10 min mit 1 µM UK14304, 30 ng/ml PDGF-BB oder 10 % FCS stimuliert und anschließend sofort in flüssigem Stickstoff schockgefroren. Bis zur Lysatherstellung wurden sie bei -80 °C gelagert.
Methoden
5.4.2 Dottersäcke
5.4.3 Plazenten
Verwendet wurden in Viertel geschnittene Plazenten (E10,5), nachdem sie durch Perfusion mit 0,9 % (M/V) NaCl von mütterlichem Blut befreit wurden. Diese Plazentastücke
wurden mehrmals mit serumfreiem RPMI-Medium gewaschen und in solchem anschließend 6 Stunden bei 37 °C und 5 % CO2 kultiviert. Nach 30minütiger Stimulation
mit 1 µM UK14304 wurden die Plazentastücke in Tissue®-Tek eingebettet.
5.5
Nachweis von ERK1/2 in Plazentaschnitten
5.5.1 Perfusion von kontrolliert verpaarten Mäusen mit 0,9 % NaCl
Um möglichst viel von den endogenen Catecholaminen und Wachstumsfaktoren, die
mit dem Blut der trächtigen Maus die Plazenta durchströmen, zu entfernen, wurden
schwangere Mäuse, wie vorher für die Perfusionsfixierung beschrieben, mit isotonischer
Kochsalzlösung perfundiert.
5.5.2 Immunhistochemie
Kryostatschnitte von Mäusen, die mit 0,9 %iger NaCl perfundiert wurden, wurden 10 min
mit 4 % (M/V) Paraformaldehyd auf Eis fixiert, zweimal mit PBS gewaschen und bei
Raumtemperatur 5 min mit 0,3 % (V/V) H2O2 behandelt. Nach erneutem Waschen mit
PBS wurden die unspezifischen Stellen mit der Blocklösung benetzt und in einer
47
Blocklösung, Biotin-gekoppelter Zweitantikörper und ABC-Komplex waren dem
Vectastain® Elite Kit (Vectorlabs) entnommen.
5.6
Methoden
feuchten Kammer für 30 min inkubiert. Dann wurde die Blocklösung durch den ersten
Antikörper (Kaninchen-anti-ERK bzw. Kaninchen-anti-phosphoERK, jeweils 1:50
verdünnt in Blocklösung) ersetzt und über Nacht bei 4 °C inkubiert, woran sich
dreimaliges Waschen mit PBS schloß. Nach zweistündiger Behandlung mit einem
Biotin-gekoppelten anti-Kaninchen-IgG wurde wieder zweimal mit PBS inkubiert. Darauf
folgte für zwei Stunden eine Inkubation mit einem ABC-Komplex und erneutes Waschen
mit PBS. Zur Sichtbarmachung des Antigen-Antikörperkomplexes wurde eine DABH2O2-Lösung (aus Tabletten von Sigma) auf die Schnitte aufgetropft, die spezifisch
dort färbt, wo der erste Antikörper gebunden ist. Nach 5 min (ERK-Färbung) bzw. 10
min (phospho-ERK-Färbung) wurde der Färbevorgang durch Waschen mit PBS
gestoppt und die Schnitte wurden mit Giemsa gegengefärbt.
Western Blot Analyse von Zell- und Gewebelysaten
5.6.1 Herstellung von Zell- und Gewebelysaten zur Western Blot Analyse
Um Zellen nach Transfektion bzw. Gewebe weitergehend proteinchemisch untersuchen
zu können, mußten Lysate hergestellt werden. Hierfür wurden Zellen schlicht mit unten
aufgeführtem Lysepuffer 5 min geschüttelt, während noch gefrorenes Gewebe mit einem
Glashomogenisator zu einer Suspension verarbeitet wurde. Das nun aufgrund von
Nukleinsäuren zähflüssige Lysat erfuhr eine 5minütige Behandlung mit Benzonase,
die jede Art von Nukleinsäuren komplett degradiert, so dass leichtes Pipettieren möglich
wurde. Nach Zusatz von 10 % Agarosegelladepuffer folgte zuerst 10 Minuten Inkubation
bei 60 °C und danach eine kurze Eiskühlung. Nun war das Lysat bereit zur Weiterverarbeitung in einer Western Blot-Analyse.
HEK-Zellen*
Dottersack
Plazenta
Lysepuffer
200 µl
300 µl
300 µl
Benzonase
150 U
175 U
150 U
Lademenge auf SDS-Gel
25 µl Lysat
0,8-1,5 µg Protein
1,5-4,5 µg Protein
*bezogen auf 1 Loch einer 6-Loch-Schale
48
1 µM Benzamidin-HCl
10 µM PMSF
100 µM Na3VO4
5 mM Na2P4O7
50 mM NaF
50 mM Tris-HCl pH 6,7
2 % (M/V) SDS
2 % (M/V) Mercaptoethanol
10 µg/ml Trypsininhibitor aus Sojabohnen
5.6.2 Quantifizierung von Proteinen mit Amidoschwarz
Methoden
Lysepuffer:
Um den Proteingehalt der Lysate für die Western Blot Analyse, also von bereits gefärbten Lösungen zu ermitteln, wurde die Amidoschwarz-Methode gewählt, die zudem
noch sensitiver als die Coomassie Blau-Methode ist. Dafür wurden je 10 µl des Lysates
auf 1 cm breite Abschnitte einer Celluloseacetatmembran aufgetragen. Nach dem Trocknen wurde diese Membran in Amidoschwarzlösung 5 min gefärbt. Der überschüssige
Farbstoff wurde mit Entfärbelösung entfernt, die mehrmals erneuert wurde. Nach dem
Trocknen wurde die Membran in die bereits erwähnten 1 cm breiten Stücke geschnitten
und in jeweils 1 ml Auflöselösung bei 50 °C aufgelöst. Der endgültige Proteingehalt
errechnete sich schließlich aus der bei 672 nm gemessenen Absorption, die in Bezug
zu einer mit BSA ermittelten Kalibriergerade gesetzt wurde.
Amidoschwarzlösung: 0,5 % (M/V) Amidoschwarz
5 % (V/V) Eisessig
50 % (V/V) Methanol
Entfärbelösung:
5 % (V/V) Eisessig
50 % (V/V) Methanol
Auflöselösung:
2 g Trichloressigsäure
2 ml Eisessig
16 ml Ameisensäure
49
5.6.3 SDS-Polyacrylamid-Gelektrophorese
Die denaturierende SDS-Polyacrylamid-Gelektrophorese wurde zur Auftrennung von
Proteingemischen nach dem Molekulargewicht benutzt. Dabei wurden die durch das
SDS denaturierten Proteine in SDS-Laufpuffer zuerst in einem niedrig-prozentigen
Sammelgel (5 %) bei 80 V fokussiert und anschließend in einem höherprozentigen
Sammelgel:
125 mM Tris-HCl pH 6,8
0,01 % (M/V) APS
0,1 % (M/V) SDS
0,1 % (V/V) TEMED
5 % (V/V) Acrylamid/Bisacrylamid (30/0,8)
Trenngel:
375 mM Tris-HCl pH 6,8
0,01 % (M/V) APS
0,1 % (M/V) SDS
0,1 % (V/V) TEMED
10 % (V/V) Acrylamid/Bisacrylamid (30/0,8)
10x SDS-Laufpuffer:
1,92 M Glycin
0,25 M Tris-HCl pH 8,2
1 % (M/V) SDS
Methoden
Trenngel (10 %) mit 150 V separiert. Als Größenstandard diente ein kDA-Marker.
5.6.4 Transfer von Proteinen auf PVDF-Membranen (Western Blot)
Der Transfer der aufgetrennten Proteine (Western Blot) aus dem SDS-Gel auf PVDFMembranen geschah in einer Naßblot-Apparatur (Biorad bzw. Hoefer), nachdem die
Membranen mit Methanol benetzt worden waren. In die Apparatur kam ein Sandwich
aus 3 Lagen in Transblotpuffer getränktem Filterpapier, SDS-Gel, Membran und einer
zweiten Schicht aus Filterpapier. Der Transfer erfolgte bei 300 mA (Biorad-System)
bzw. 1 A (Hoefer-System) für eine Stunde. Danach wurde die Membran in einer PonceauS-Lösung geschwenkt. Der überschüssige Farbstoff wurde mit Wasser abgewaschen, so dass nur noch die Banden der transferierten Proteine sichtbar waren.
Nach Markierung der Banden des Größenmarkers wurde die Membran mit PBS entfärbt.
50
Transblot-Puffer:
25 mM Tris
150 mM Glycin
10 % (V/V) Methanol
Ponceau S-Lösung:
0,2 % (M/v) Ponceau S
3 % (M/V) Trichloressigsäure
Der Nachweis der auf die PVDF-Membran transferierten Proteine wurde mittels spezifischer Antikörper erbracht. Dafür wurden zuerst die unspezifischen Stellen der
Membran mit Blocklösung für mindestens zwei Stunden abgesättigt und danach der
Überschuß mit PBS gründlich weg gewaschen. Nun wurde die Membran über Nacht
bei 4 °C im ersten Antikörper geschwenkt, der in Westernwaschpuffer verdünnt und
Methoden
5.6.5 Immunologische Detektion von immobilisierten Proteinen
mit 0,05 % (M/V) NaN3 versetzt worden war (Kaninchen-anti-ERK und Kaninchen-antiphosphoERK: jeweils 1:1000 verdünnt, Maus-anti-βActin: 1:5000 verdünnt). Nach
dreimaligem Waschen (je 5 min) mit Westernwaschpuffer folgte eine mindestens
zweistündige Inkubation mit einem gegen den ersten Antikörper gerichteten, Meerrettich-Peroxidase-gekoppelten Zweitantikörper (verwendet wurden anti-KaninchenIgG, 1:10000, und anti-Maus-IgG, 1:5000 verdünnt in Westernwaschpuffer). Danach
wurde wieder dreimal 5 min gewaschen. Die mit dem West Pico Super Signal®
Chemolumineszenz-Detektionskit benetzten Membranen, die zwischen zwei Kopierfolien gelegt worden waren, wurden in einer Röntgenfilmkassette einem Chemoluminiszenzfilm exponiert, der anschließend entwickelt wurde.
Blocklösung:
1 % (M/V) Ovalbumin
2 % (M/V) Magermilchpulver
in PBS
Westernwaschpuffer:
50 mM Tris
150 mM NaCl
0,2 % (M/V) BSA
0,2 % (V/V) NP-40
10x PBS:
1,4 mM KH2PO4
1,4 M NaCl
4,3 mM Na2HPO4 • 7 H2O
26,8 mM KCl
51
Auswertung und Darstellung der Ergebnisse
Abbildungen von Embryonen, Plazenten und Dottersäcken wurden unter Zuhilfenahme
der Programme Photoshop und Illustrator (Adobe) erstellt, während zur Auswertung
und graphischen Darstellung von Daten die Programme Excel (Microsoft) und Prism
(GraphPad) verwendet wurden.
Zur Quantifizierung von Western Blots wurden die entwickelten Chemolumineszenzfilme
eingescannt und die Schwärze der Banden mit dem Programm Photoshop (Adobe)
ermittelt. Anschließend erfolgte eine Auswertung mit dem Programm Prism (GraphPad),
mit dem außerdem statistische Tests durchgeführt wurden.
Methoden
6
52
III. Material
Bakterienstämme
E.coli XL1-Blue
2
Plasmidvektoren
pcDNA3-α2B
pCS2-mPL1
pCS2-tpbp
pBlue-PDGFRβ
3
4
Stratagene
Prof. Cotecchia, Lausanne
Prof. Gessler, Würzburg
Prof. Gessler, Würzburg
Prof. Hoppe, Würzburg
Material
1
Antikörper
Kaninchen-anti-p42/44-MAPK Antikörper
Kaninchen-anti-Phospho-p38-MAPK Antikörper
Kaninchen-anti-Phospho-p42/44-MAPK Antikörper
Cell Signaling Technologies
Cell Signaling Technologies
Cell Signaling Technologies
Maus-anti-β-Actin
Peroxidase-gekoppeltes anti-Kaninchen IgG
Peroxidase-gekoppeltes anti-Maus IgG
Sigma
Dianova
Dianova
Chemikalien und Verbrauchsmaterial
In der folgenden Aufstellung nicht erwähnte Chemikalien wurden von den Firmen Merck,
Roth und Sigma bezogen, alle Chemikalien für die in situ-Hybridisierung von Roche.
Agar
Agarose
Amidoschwarz
Atipamezol
Gibco BRL
Peqlab
Applichem
Orion Corp.
53
5
Biorad
Applichem
Biorad
Eppendorf
Applichem
NEB
J. T. Baker
Gibco BRL
Amersham Biosciences
J. T. Baker
Lumac-LSC
J. T. Baker
Applichem
Applichem
Prof. Hoppe, Würzburg
Peqlab
Promega
Applichem
Gibco BRL
Applichem
Material
Bradford-Reagenz
BSA
Chelex® 100 Resin
Desoxyribonukleotide
Dithiothreitol
DNS-Längenstandards
Ethanol
Hefe-Extrakt
[3H]-RX821002
Isopropanol
LumasafeTM plus Szintillationsflüssigkeit
Methanol
NP-40
Paraformaldehyd
PDGF-BB
Proteinlängenstandard
RNasin
Trichloressigsäure
Trypsininhibitor aus Sojabohnen
Trypton
Enzyme und Kits
Sämtliche Produkte für die in situ-Hybridisierung wurden von Roche bezogen.
Benzonase
cAMP [125I] Direct Biotrak SPA®
DNAse I, RNAse-frei
Durcupan® ACM
Qiagen® Maxiprep
Superscript® Reverse Transkriptase
Super Signal® West Pico Chemolumineszenz
Detection Kit
Taq-DNS-Polymerase
Vectastain® Elite Kit
Merck
Amersham Biosciences
Applichem
Fluka
Qiagen
Gibco BRL
Pierce
Eppendorf
Vectorlabs
54
6
Medien zur Zell- und Gewebekultur
DMEM 4,5 % Glucose
FCS
Glutamin
Penicillin/Streptomycin
RPMI 1640
Trypsin/EDTA
7
Pan
Sigma
Pan
Pan
ICN
Pan
Oligonukleotide
Material
Sämtliche Oligonukleotide (Primer) wurden von der Firma MWG Biotech GmbH,
Ebersberg bezogen.
8
Pufferlösungen
Alle Puffer und Lösungen wurden mit Reinstwasser und gemäß denVorschriften
hergestellt. Lösungen für die Verwendung in Experimenten mit RNS wurden mit
Millipore-Wasser bereitet, das vorher mit 0,1 % (V/V) DEPC behandelt und anschließend
autoklaviert wurde (DEPC-Wasser).
9
Verbrauchsmaterial
Blotting-Papier
Celluloseacetat-Folien
Chemolumineszenzfilme Biomax® ML
[3H]-Hyperfilm®
Fujifilm 200 Sensia II Fujichrome®
GF/B Glasfaserfilter
Objektträger
Petrischalen
PVDF-Membranen (Immobilon®)
Stickstoff
Tissue-Tek®
Hartenstein
Sartorius
Kodak
Amersham Biosciences
Fuji
Millipore
Hartenstein
Nunc
Millipore
Messer Griesheim
Miles Inc.
55
IV. Ergebnisse
Generierung von α2-KO-Mäusen
Mäuse, die selektiv nur noch einen α2-Rezeptor exprimieren, stellen ein wichtiges
Werkzeug für die Charakterisierung subtypspezifischer Funktionen und Liganden dar.
Deshalb sollten zu Beginn der Arbeit die bisher noch nicht vorhandenen α2-DoppelKO-Mäuse durch Kreuzung der bestehenden α2-KO-Linien miteinander generiert
werden. Der sich daran logisch anschließende Dreifach-KO bot die Möglichkeit, α2Rezeptor vermittelte Funktionen von solchen abzugrenzen, bei denen bisher nicht
klar war, ob sie ausschließlich von α2-Rezeptoren vermittelt werden, oder ob weitere
Rezeptorsysteme maßgeblichen Einfluß darauf haben.
1.1
α2AB-KO-Mäuse
Ergebnisse
1
Um α2AB-KO-Mäuse zu erhalten, wurden α2AKO-Mäuse und α2B-KO-Mäuse miteinander
verpaart. Die aus dieser Verpaarung entα2B–/–
α2A–/–
stehenden Tiere, die für beide α2-Rezeptoren
einen heterozygoten Genotyp aufwiesen,
wurden abermals gekreuzt. Deren Nachα2A+/–B+/–
α2A+/–B+/–
kommen sollten mit einer Wahrscheinlichkeit von
6,25 % nach Mendel homozygote KOs für beide
α2A–/–B–/–
α2-Rezeptoren sein, was auch der Fall war: 6
6,25 %
von 127 Mäusen wiesen eine Deletion für beide
Rezeptoren auf. Der Genotyp dieser Nach- Abb. 8: Kreuzungsschema zur Gekommen wurde mit genomischer DNS aus nerierung von α2AB-KO-Mäusen
Schwanz- oder Ohrbiopsien durch PCR für die WT- und KO-Allele der entsprechenden
Rezeptoren überprüft. Da die Primer so gewählt waren, daß sie einerseits bei gleichen
Temperaturen hybridisierten und andererseits die resultierenden Fragmente für WT
und KO sich deutlich in ihrer Größe unterschieden, wurden die Reaktionen für WT und
KO für einen Rezeptorsubtyp in einem einzigen Ansatz durchgeführt. Abbildung 9 zeigt
je ein Beispiel für eine α2A- und eine α2B-PCR. DNS-Proben, die sowohl für den α2A56
als auch für den α2B-Rezeptor nur eine Bande für das KO-Allel, aber keine für das WTAllel produzierten, kennzeichneten Mäuse als α 2AB-Doppel-KOs. Homozygote
Verpaarungen solcher Mäuse lieferten Nachkommen, für die keine Genotypüberprüfung
mehr notwendig war, da alle den gleichen Genotyp hatten, nämlich α2A-KO und α2BKO.
+ /+ + /– – /–
+
B
/
+
+/– B –/– B
A
A
α 2 α 2 α 2A
α2A-PCR
WT
410 bp
KO
260 bp
α2B-PCR
WT
320 bp
KO
Abb. 9: PCR von genomischer DNS für den α2A-Rezeptor (oberes Gel)
und den α2B-Rezeptor (unteres Gel). Die Banden stehen exemplarisch für
Wildtyp-, heterozygote und homozygote KO-Genotypen.
1.2
Ergebnisse
212 bp
α2BC-KO-Mäuse
Auf die gleiche Art wie bei den α2AB-KO-Mäusen
wurde bei der Generierung der α2BC-KO-Mäuse
α2C–/–
α2B–/–
verfahren (siehe Abbildung 10). Allerdings
wurden die PCRs für die WT- und die KO-Form
des α 2C-Rezeptors in getrennten Ansätzen
α2B+/–C+/–
α2B+/–C+/–
durchgeführt, da die erzeugten Fragmente sich
nicht deutlich genug in ihrer Größe unterα2B–/–C–/–
schieden. In Abbildung 11 ist exemplarisch je ein
6,25 %
Agarosegel für eine α2C-WT-PCR und eines für
eine α2C-KO-PCR zu sehen. Die Detektion des Abb. 10: Kreuzungsschema zur
Generierung von α2BC-KO-Mäusen .
Genotyps für den α2B-Rezeptor erfolgte wie
vorher beschrieben.
57
+/+ –/–
+/–
α 2C α 2C α 2C
α2C-WT-PCR
230 bp
α2C-KO-PCR
250 bp
WT
KO
Abermals sollten mit einer Häufigkeit von 6,25 % Doppel-KOs aus der Verpaarung
geboren werden, doch war dies nicht der Fall. Nur zwei von 148 Mäusen, die aus einer
doppelt heterozygoten Verpaarung stammten, wiesen eine homozygote Deletion für
den α2B- und den α2C-Rezeptor auf. Die Generierung von α2BC-Doppel-KOs erwies
sich somit schwieriger als erwartet. Darüber hinaus ließen sich homozygote α2BCDoppel-KO-Tiere nur schwer verpaaren.
1.3
Ergebnisse
Abb. 11:
Genotypisierung im Hinblick auf α2C-Rezeptoren. Das obere
Agarosegel zeigt ein Beispiel für die WT-Variante, während das untere die
Identifizierung des KOs erlaubt.
α2ABC-KO-Mäuse
Da auch Mäuse untersucht werden sollten,
denen alle α2-Rezeptoren fehlen, wurden
die bereits vorhandenen α2AC-Doppel-KOMäuse mit α2B-KO-Mäusen gekreuzt. Über
den Zwischenschritt dreifach heterozygoter
α2-KO-Mäuse wurden selektiv Tiere generiert, die nur noch eine intakte Kopie des
α2B-Rezeptors in ihrem Genom enthielten,
aber keine Kopien mehr für den α2A- und
den α2C-Rezeptor. Der Nachweis wurde
jeweils per PCR erbracht. Diese Mäuse
wurden miteinander in einem letzten Kreuzungsschritt verpaart, um zu Mäusen mit
einer Deletion für alle drei α2-Rezeptoren
zu gelangen (siehe Abbildung 12). Dies
brachte den Vorteil, dass 25 % aller Nach-
α2B–/–
α2A–/–C–/–
α2A+/–B+/–C+/– α2A+/–B+/–C+/–
α2A–/–B+/–C–/–
α2A–/–B+/–C–/–
α2A–/–B–/–C–/–
25 %
Abb. 12: Vereinfachtes Kreuzungsschema für die Generierung von α2ABC-KOMäusen.
kommen vollständige α 2ABC -KOs sein
58
75
50
α2AB-KO
α2BC-KO
α2ABC-KO
25
0
Abb. 13: Graphische Darstellung der tatsächlich erhaltenen MehrfachKOs im Alter von drei Wochen bezogen auf die nach Mendel erwartete
Zahl.
Ergebnisse
Überlebende Mehrfach-KOs
[% erwartete KOs]
sollten und dass diese nur durch eine einzige PCR, nämlich die für den α2B-Rezeptor,
detektierbar waren.
Allerdings wurden aus dieser Verpaarung keine homozygoten α2ABC-KO-Mäuse
geboren, was einen Hinweis auf eine mögliche embryonale Letalität von α2ABC-KOMäusen lieferte. Erst nach 283 Tieren wurde eine Maus mit Deletionen für alle drei α2Rezeptoren geboren, die sich normal entwickelte.
Bei der nachfolgenden Phänotypisierung lag das Augenmerk hauptsächlich auf den
Tieren, die keinerlei α2-Rezeptoren mehr exprimierten, den α2ABC-KO-Mäusen, da diese
embryonal letal zu sein schienen, und weniger auf den Doppel-KO-Mäusen.
2
Charakterisierung von α2-Doppel-KO-Mäusen
2.1
Entwicklung und Verhalten
Im Gegensatz zu den α2BC-Doppel-KO-Mäusen zeigten die α2AB-Doppel-KOs keinerlei
Auffälligkeiten hinsichtlich ihrer Fortpflanzung und entwickelten sich auch normal. Dem
gegenüber standen die α2BC-Doppel-KOs, die neben einer erhöhten Aggressivität eine
äußerst rasche Zunahme der Körpermasse aufwiesen.
2.3.2 Herzuntersuchung
Mäuse mit Deletionen für den α2A- und den α2C-Rezeptor gleichzeitig entwickeln ab
59
WT
α2AB-KO
α2AC-KO
α2BC-KO
Ergebnisse
einem Alter von 14 Wochen eine Herzhypertrophie, die schlußendlich zu einer dekompensierten Herzinsuffizienz führt (Hein et al.,1999). Die Frage war nun, ob auch
die neu generierten α2-Doppel-KO-Tiere in gleicher Weise eine krankhafte Herzveränderung erfahren. Um dem auf den Grund zu gehen, wurde das Herz drei bis vier
Monate alter männlicher α2AB-Doppel-KO- und α2BC-Doppel-KO-Mäusen entnommen,
fixiert und in Paraffin eingebettet geschnitten. Abbildung 14 zeigt eine Gegenüberstellung von einem WT-Herz mit Herzen der drei Doppel-KOs. Bei der Sirius RotFärbung, von der ein vergrößerter Ausschnitte jeweils gezeigt ist, erscheint das
Zellplasma durch die Pikrinsäure gelb, die Zellkerne wurden durch die Braunfärbung
mit Weigert´scher Lösung abgegrenzt. Kollagenfasern, die ein Zeichen für Fibrose
darstellen, sehen durch das Sirius Rot leuchtend rot aus. In den transversalen Schnitten
war kein direkter Hinweis auf eine gravierende Herzveränderung zu erkennen. Nur die
Sirius Rot-Färbung des α2BC-KO-Herzens deutete möglicherweise eine leichte Fibrose
an, die jedoch nicht näher untersucht wurde. Von daher war abschließend zu sagen,
dass aufgrund der bloßen Ansicht der Herzschnitte über etwaige pathologische
cardiovaskuläre Phänotypen der α2AB-KOs und α2BC-KOs kein Urteil gefällt werden
konnte.
Abb. 14: Paraffinschnitte von Herzen 14 Wochen alter Tiere mit dem
über den Bildern bezeichneten Genotyp. Die obere Reihe zeigt die Herzen
in einem transversalen Schnitt nach einer HE-Färbung. Zu sehen ist jeweils
der große linke Ventrikel und, rechts davon gelegen, der rechte. Maßstab:
1 mm. In der unteren Reihe sind in der gleichen Schnittebene die dazu
gehörigen Sirius Rot-Färbungen abgebildet. Maßstab: 25 µm.
60
Embryonale Letalität von α2ABC-KO-Mäusen
3.1
Zeitpunkt des Todes von α2ABC-KO-Mäusen
α2ABC-KO-Embryonen
[% von allen Embryonen]
Nachdem offensichtlich war, dass Mäuse ohne α2-Rezeptoren nicht bis zur Geburt
überleben, wurden Mäuse nach dem obigen Generierungsschema gezielt verpaart
(siehe Abbildung 12). Damit sollten sich 25 % aller befruchteten Eizellen zu α2ABC-KOs
entwickeln. Zu bestimmten Zeitpunkten der 21 Tage dauernden Embryonalperiode
wurden die trächtigen Weibchen getötet und die im Uterus befindlichen Embryonen
herauspräpariert. Weder an Tag E18,5 noch E17,5 konnten per PCR Embryonen
gefunden werden, die α2ABC-KOs waren. Der erste Hinweis auf die tatsächliche Existenz
gelang bei einer Präparation an Tag E14,5, wo aus bereits stark mazeriertem
embryonalen Material der Nachweis auf eine komplette α2-Deletion erbracht werden
konnte. Daraufhin wurden Embryonen an Tag E11,5 untersucht, von denen tatsächlich
ungefähr 25 % der im Uterus befindlichen Embryonen α2ABC-KOs waren. Allerdings
konnten nach Tag E11,5 keine lebenden α2ABC-KO-Embryonen mehr gefunden werden.
Die Vitalität wurde dabei an einem schlagenden Herzen festgemacht. Um den genauen
Zeitpunkt des Sterbens festzulegen, wurden nun Embryonen an Tag E10,5 und Tag
E9,5 entnommen. Dabei stellte sich heraus, dass es ein Zeitfenster für die Sterblichkeit
gab, das die Tage E9,5 bis E11,5 umspannte (siehe Abbildung 15).
Ergebnisse
3
30
11/55
20
35/148
6/27
lebend
tot
6.2%
10
0
16.8%
E9.5
E10.5
E11.5
0/8
0/21
1/283
E12.5
E18.5
P21
Abb. 15: Letalität der α2ABC-KO-Embryonen. Bis Tag E11,5 konnten
Embryonen mit einer Deletion für alle 3 α2-Rezeptoren entsprechend der
Mendelschen Verteilung bei dieser Art der Verpaarung gefunden werden,
allerdings war bereits an Tag E10,5 ein Viertel tot und an Tag E11,5 besaß
keiner der α2ABC-KO-Embryonen mehr ein schlagendes Herz. Im Laufe der
Experimente wurde nur eine α2ABC-KO-Maus von insgesamt 283 Nachkommen geboren (P21: Tag 21 der postnatalen Entwicklung).
61
3.2
Äußere Merkmale der α2ABC-KO-Embryonen
Ergebnisse
An Tag E11,5 wiesen sowohl die Reichert´sche Membran als auch die Plazenta von
α2ABC-KOs deutliche Anzeichen von Zersetzung auf, die schon an Tag E10,5 zu
beginnen schien. Wie in Abbildung 16 zu sehen ist, zeigten die α2 -defizienten
Embryonen selbst bis Tag E10,5 keine gravierenden Entwicklungsschäden abgesehen
vom Neuralrohr, das weniger weit geschlossen war und dessen Ränder meist leicht
gewellt waren. Eine Verzögerung im Wachstum war erst mit dem beginnenden Tag
E11,5 der Embryonalentwicklung offensichtlich, was aber aller Wahrscheinlichkeit damit
zusammenhing, dass der Embryo bereits tot bzw. am Sterben war und somit nicht
mehr wuchs, sondern degenerative Prozesse eingeleitet waren. Die zu diesem
Entwicklungszeitpunkt normalerweise vorhandenen Organe ließen auf den ersten Blick
keine Auffälligkeiten erkennen.
WT
α2AC-KO
α2ABC-KO
Abb. 16: Photographische Aufnahme von Embryonen an Tag E10,5 mit
dem bezeichneten Genotyp. Maßstab: 1 mm.
3.3
Untersuchung des Herzen von α2ABC-KO-Embryonen
3.3.1 Morphologie der Herzen von α2ABC-KO-Embryonen
Um die Todesursache der α2ABC-KOs näher zu bestimmen, wurden Paraffinschnitte
von α2ABC-KO-Embryos und α2AC-KO-Embryonen an Tag E10,5 angefertigt, die eine
morphologische Untersuchung des embryonalen Herzens ermöglichten (siehe
Abbildung 17). Die Herzen von α2ABC-KO-Embryonen unterschieden sich hierbei nicht
von denen der α2AC-KO-Embryonen, die ohne Entwicklungsdefekte entsprechend der
Mendel´schen Verteilung geboren werden. Es waren gleich viele Zellschichten innerhalb
des Ventrikels ausgebildet und auch der Entwicklungsstand und die Bildung der
Herzkammern entsprach dem eines 10 Tage alten Wildtyp-Embryos.
62
TA
TA
V
V
A
A
α2ABC-KO
α2AC-KO
Abb. 17: Sagittale Schnitte von Herzen von α2ABC-KO- und α2AC-KOEmbryonen nach HE-Färbung an Tag E10,5. Zu erkennen ist der Truncus
arteriosus (TA), der noch gemeinsame Ventrikel (V) und das Atrium (A).
Maßstab: 150 µm
Obwohl die Herzmorphologie keinerlei Alterationen zeigte, konnte trotz allem nicht
zweifelsfrei ausgeschlossen werden, dass das α2ABC-KO-Herz funktionell geschädigt
war. Aus diesem Grund wurde ermittelt, mit welcher Frequenz die Herzen der
Embryonen schlugen.
Dabei stellte sich heraus, dass die Herzfrequenz verglichen mit WT- und α2AC-KOEmbryonen bis Tag E9,5 unverändert war. Erst ab Tag E10,5 konnte eine deutliche
Bradykardie beobachtet werden, die aber einerseits in abgeschwächtem Maße auch
bei α2AC-KOs auftrat, andererseits auch darauf zurückgeführt werden konnte, dass ab
diesem Tag die α2ABC-KO-Embryonen zu sterben begannen bzw. teilweise schon
gestorben waren.
Herzfrequenz
[Schläge/min]
80
60
40
E 9,5
50
40
30
Ergebnisse
3.3.2 Herzfrequenzmessung von Embryonen
E 10,5
WT
α2AC-KO
α2ABC-KO
20
20
10
0
0
Abb. 18: Schematische Darstellung der Herzfrequenzen von Embryonen an Tag E9,5 und Tag E10,5. Dargestellt sind Mittelwerte ± SEM
(n=4-17 Embryonen).
63
3.3.4 Bestimmung des L-DOPA-Spiegels von α2ABC-KO-Embryonen
8
6
4
WT
α2AC-KO
α2ABC-KO
2
0
Ergebnisse
L-DOPA
[pg/mg Gewebe]
Im nächsten Schritt sollte geklärt werden, ob die Deletion der präsynaptischen α2Rezeptoren plus die Deletion des postsynaptischen α2B-Rezeptors Auswirkungen auf
den Sympathikotonus hat. Dafür wurde per HPLC eine Catecholaminbestimmung
durchgeführt. Diese kam zu dem Ergebnis, dass die Catecholaminsynthese prinzipiell
unbeeinträchtigt war, da die L-DOPA-Spiegel der α2ABC-KO-Embryonen (E10,5), dessen
Synthese den geschwindigkeitsbestimmenden Schritt der Noradrenalin- und Adrenalinsynthese darstellt, nicht verändert waren (siehe Abbildung 19).
Abb. 19: L-DOPA-Konzentration von WT-, α2AC-KO- und α2ABC-KO-Embryonen an Tag E10,5 bezogen auf ihre Masse. Gezeigt sind jeweils die
MIttelwerte ± SEM von jeweils 6-8 Embryonen pro Genotyp.
4
Expression von α2-Rezeptoren während der Embryonalentwicklung
Es ist in der Literatur beschrieben, daß ab Tag E9,5 die mRNS für α2A-Rezeptoren im
murinen Embryo transkribiert wird und im Folgenden auch die mRNS für die beiden
anderen Subtypen exprimiert wird (Wang et al., 1997). Demnach hätten die α2ABCKOs aber erst viel später sterben dürfen, nämlich dann, wenn normalerweise alle
Rezeptoren exprimiert sind. Daher wurden die Aussagen von Wang et al., die mit in
situ-Hybridisierung gearbeitet hatten, einer Überprüfung unterzogen. Um die Frage zu
beantworten, ob α2-Rezeptoren nicht doch schon früher während der Embryonalentwicklung exprimiert werden, wurden zunächst Versuche unternommen, die Rezeptoren per in situ-Hybridisierung nachzuweisen. Da dies allerdings mißlang, sollte
der Beweis mithilfe von RT-PCRs erbracht werden. Diese ermöglichten zwar nicht die
Lokalisierung auf zellulärer Ebene, hatten aber den Vorteil, selbst geringste Mengen
an mRNS detektieren zu können. Experimente mit WT-Gewebe zeigten, dass sowohl
im Embryo selbst als auch in den beiden extraembryonalen Organen, Dottersack und
64
Do
tte
rs
Em ack
br
yo
Pl
az
en
ta
Plazenta, alle drei α2-Rezeptorsubtypen bereits ab Tag E9,5 auf mRNS-Ebene
exprimiert sind (siehe Abbildung 20).
α2A
α2B
α2C
276
bp
466
bp
551
bp
Abb. 20: RT-PCR mit Dottersack, Embryos und Plazenta von WT-Embryonen (E 9,5) für alle 3 α2-Rezeptoren. Das unterste Agarosegel zeigt
die Banden für die 18s- und 28s-RNS als Zeichen dafür, daß die RNS
während der Präparation nicht degradiert wurde.
5
Ergebnisse
rRNA
Morphologische Veränderungen extraembryonaler Organe
Aufgrund der neuen Erkenntnisse, dass α2-Rezeptoren auch in Dottersack und Plazenta
exprimiert werden, erfolgte eine nähere Begutachtung dieser Gewebe. Dabei stellte
sich heraus, dass Dottersack und Plazenta von α2ABC-KOs an Tag E10,5 schwere
Defekte aufwiesen.
5.1
Dottersackdefekte von α2ABC-KO-Embryonen an Tag E10,5
Der 10 Tage alte Mausembryo erfährt die Versorgung mit Gasen und Nährstoffen zu
einem überwiegenden Teil durch den Dottersack. Um diese Aufgabe zuverlässig erfüllen
zu können, ist ein gut ausdifferenziertes Gefäßsystem im Dottersack vonnöten. Eben
dies fehlte dem Dottersack von α2ABC-KO-Embryonen. Bei der Untersuchung stellte
sich heraus, dass fast nur große Gefäße vorhanden waren und dass die kleinen,
verzweigten Gefäße nur unzureichend ausgebildet waren. Dem gegenüber standen
die Dottersäcke von WT- und α2AC-KO-Tieren, die ein feines Netzwerk von Blutgefäßen
65
zeigten. Außerdem konnte nicht immer die sonst dichte Verbindung der beiden
Komponenten des Dottersacks, des viszeralen Endoderms und des Endothels der
Blutgefäße beobachtet werden, was den Eindruck verstärkte, daß der Dottersack von
α2ABC-KOs nicht nur dünner, sondern auch brüchig im Vergleich zu WT und α2AC-KO
war (siehe Abbildung 21).
α2AC-KO
α2ABC-KO
Ergebnisse
WT
VE
VE
E
E
VE
E
Abb. 21: Photographische Aufnahmen von WT-, α2AC-KO- und α2ABCKO-Dottersäcken direkt nach der Präparation (E10,5). Die Pfeile in der
mittleren Abbildungsreihe kennzeichnen große Gefäße, die Pfeilköpfe die
kleinen. In der untersten Reihe sind Toluidinblau-gefärbte Kunststoffquerschnitte von Dottersäcken abgebildet, die beim α2ABC-KO die Ablösung des Endothels (E) vom viszeralen Endoderm (VE) zeigen (Pfeile).
Maßstab: 1 mm, 500µm, 125 µm.
5.2
Plazentadefekte von α2ABC-KO-Embryonen an Tag E10,5
Da mit einem Entwicklungsdefekt des Dottersacks meist auch Fehler in der Entwicklung
der Plazenta einhergehen, bildete diese den Mittelpunkt der weiteren Untersuchungen.
66
5.2.1 Plazentamorphologie
Mit dem Tag E9,5 der Embryonalentwicklung beginnt die Ausbildung einer hämochorialen Plazenta, die sukzessive die Aufgaben des Dottersacks übernimmt.
α2AC-KO
D
D
L
S
D
L
L
S
R
E
T
C
R
S
T
L
M
% der Labyrinthfläche
α2ABC-KO
E
T
M
M
E
Ergebnisse
WT
L
C
C
40
WT
α2AC-KO
α2ABC-KO
30
20
*
10
0
mütterliche
Blutlakunen
embryonale
Blutgefäße
Abb. 22: Toluidinblau-gefärbte Kunststoffschnitte (1 µm) perfusionsfixierter Plazenten an Tag E10,5. Die obere Reihe zeigt die Plazenta in
einer Übersicht. D, Dezidua, L, Labyrinth. Maßstab: 400 µm. In der zwei-
67
Daher ist ein gut ausgebildetes Gefäßsystem im Labyrinth besonders wichtig, um die
Diffusion und den Transport von Nährstoffen und Gasen vom mütterlichen Blut in den
embryonalen Kreislauf sicher zu stellen. Verglichen mit WT- und α2AC-KO-Plazenten
zeigten Plazenten von α2ABC-KO-Embryonen an Tag E10,5 in diesem Labyrinthsystem
eine Vergröberung der Struktur. Darüber hinaus verfügten die Plazenten von α2ABCKO-Embryonen über eine signifikant kleinere Fläche von embryonalen Blutgefäßen,
während es keine Veränderungen hinsichtlich der mütterlichen Blutlakunen gab (siehe
Abbildung 22).
In einer weiteren Vergrößerung (siehe Abbildung 23) wurde darüber hinaus deutlich,
dass die Trophoblastzellen um die Gefäße herum clusterartig angeordnet waren.
Dadurch wurden die Diffusionswege vom mütterlichen ins embryonale Blut deutlich
größer.
α2AC-KO
WT
E
T
α2ABC-KO
M
M
T
E
E
T
Ergebnisse
ten Reihe sind jeweils Vergrößerungen aus dem Labyrinth der Schnitte
darüber dargestellt. Zur Verdeutlichung wurden die embryonalen Blutgefäße rot ausgefüllt. Die mütterlichen Lakunen sind durch die Perfusionsfixierung frei von Erythrozyten und erscheinen daher weiß. C, Chorionplatte,
E, embryonales Gefäß, M, mütterliche Lakune, R, Riesenzelle, S,
Spongiotrophoblast, T, Trophoblastzelle. Maßstab: 175 µm. Im Graphen
ist die Fläche von mütterlichen Blutlakunen und embryonalen Blutgefäßen
bezogen auf die gesamte Labyrinthfläche aufgetragen (Mittelwerte ± SEM,
n= 5-10 Schnitte). Während es keine Unterschiede zwischen den einzelnen Genotypen für die mütterlichen Lakunen gab, war der Anteil der embryonalen Gefäße im Labyrinth der α2ABC-KO-Plazenta signifikant verringert (*p<0,05 α2ABC-KO versus α2AC-KO und WT).
M
Abb. 23: Ausschnitt aus dem Labyrinth von perfusionsfixierten Plazenten der 3 Genotypen an Tag E10,5 (Toluidinblau-gefärbte Kunststoffschnitte). E, embryonales Blutgefäß, M, mütterliche Blutlakune, T,
Trophoblastzellen. Maßstab: 30 µm
Trotz allem gab es keine signifikanten Unterschiede in der Anzahl der mütterlichen
und embryonalen Gefäßquerschnitte oder der in den embryonalen Gefäßen des
68
Labyrinthsystems enthaltenen Erythrozyten zwischen WT- und α2ABC-KOs bezogen
auf die gesamte Fläche des Labyrinths (siehe Abbildungen 24 und 25), was bewies,
dass der Defekt eindeutig in einer zu kleinen Fläche der embryonalen Gefäße begründet
lag und in einer Fehlverteilung von Tropho-blastzellen, die das äußere Gerüst der
Gefäße bilden.
embryonale
Blutgefäße
6
5
5
4
4
WT
3
3
α2ABC-KO
2
2
1
1
0
0
Erythrozyten/
embryonales Gefäß
Abb. 24: Graphische Darstellung der Anzahl von mütterlichen und embryonalen Gefäßen bezogen auf die Labyrinthfläche in Mittelwerten ± SEM
(n=10-22).
7
6
5
4
3
2
1
0
Ergebnisse
Anzahl/Labyrinthfläche
mütterliche
Blutlakunen
WT
α2ABC-KO
Abb. 25: Graphische Darstellung mittleren Anzahl (± SEM) der Erythrozyten pro embryonalem Gefäß im Plazentalabyrinth von WT- und α2ABCKO-Embryonen an Tag E10,5 (n=10-22).
5.3
Bestimmung der Rezeptordichte in Plazenten an Tag E10,5
Nachdem die morphologische Ursache für die embryonale Letalität der α2ABC-KOEmbryonen bei den extraembryonalen Geweben gefunden war, sollte die Dichte an
α2-Rezeptoren im embryonalen Teil der Plazenta ermittelt werden (siehe Abbildung
16). Dafür wurden Radioligandenbindungsstudien mit WT-, α2AC-KO- und α2ABC-KOPlazenten durchgeführt. Der mit WT-Plazenten ermittelte Wert verkörperte die Gesamt69
heit von α2-Rezeptoren in der Plazenta. Hingegen stellte die Menge an Rezeptoren,
die mithilfe von Plazenten von α2AC-KO-Embryonen berechnet wurde, den Anteil von
α2B-Rezeptoren in der Plazenta dar. Da hierfür die Plazenten der Geschwistertiere der
α2ABC-KO-Embryonen verwendet wurden, mußte in Betracht gezogen werden, dass
nur der embryonale Teil der Plazenta ein α2AC-KO war, während im mütterlichen Teil
noch immer eine Kopie des Gens für den α2B-Rezeptor vorhanden war. Aus der Differenz
der Ergebnisse von WT-Plazenten und denen von α2AC-KO-Embryonen konnte die
Menge an α2B-Rezeptoren berechnet werden, die im embryonalen Teil der Plazenta
normalerweise exprimiert werden.
embryonaler
Genotyp
250
200
α2A+/+B+/+C+/+ α2A+/+B+/+C+/+
150
α2A–/–B+/–C–/– α2A–/–B+/+C–/–
100
α2A–/–B+/–C–/– α2A–/–B–/–C–/–
50
*
Ergebnisse
[3H]-RX821002-Bindung
[fmol/mg Protein]
maternaler
Genotyp
0
Abb. 26: α2-Rezeptor-Dichte in Plazenten (Tag E10,5). Es wurden pro
Genotyp je 2 Sättigungskurven mit jeweils Doppelbestimmungen pro [3H]RX821002-Konzentration durchgeführt und die Mittelwerte ± SEM aus den
maximalen Bindungen ermittelt. In der Legende ist jeweils der Genotyp
des maternalen Parts der Plazenta und der des embryonalen angegeben.
Somit symbolisiert die weiße Säule WT-Plazenten, die graue α2AC-KO-Plazenten und die schwarze α2ABC-KO-Plazenten.
Daraus ergab sich, dass fast alle α2-Rezeptoren in der Plazenta α2B-Rezeptoren sind,
da die Bindung in Plazenten von α2AC-KOs ungefähr genauso hoch war wie die in WTGewebe. Die verbliebene Bindung in Plazenten von α2ABC-KO-Embryonen bezeichnete
demnach den Anteil von α2B-Rezeptoren, die im mütterlichen Teil der Plazenta exprimiert
werden. Da dies bezogen auf die Gesamtmenge an α2-Rezeptoren in der Plazenta
nur einen sehr geringen Prozentsatz ausmachte, mußte der größte Teil α2-Rezeptoren
in der embryonalen Hälfte exprimiert werden. Damit stand fest, dass im embryonalen
Teil der Plazenta in der Hauptsache α2B-Rezeptoren gebildet werden.
70
Lokalisierung der α2-Rezeptoren in der Plazenta
Als nun der Beweis für die Expression von α2-Rezeptoren in der Plazenta nicht nur auf
mRNS-Ebene, sondern auch auf Protein-Ebene erbracht war, sollte eine Lokalisierung
per Autoradiographie mit dem gleichen Radioliganden wie für die Bindungsstudien
versucht werden. Erneut wurden Plazenten von WT-, α2AC-KO- und α 2ABC-KOEmbryonen an Tag E10,5 verwendet (siehe Abbildung 27). Eine deutliche Scwärzung
des Films ergab sich durch Bindung des Radioliganden in der Schicht der Riesenzellen
sowie in geringerem Ausmaß auch in der Spongiotrophoblastebene. Dieses Signal
war in Plazentaschnitten von WT- und α2AC-KO-Embryonen gleichermaßen zu sehen,
fehlte aber bei α2ABC-defizienten Plazenten.
a
b
b
D
R
S
L
R
S
L
WT
c
Ergebnisse
5.4
d
D
D
R
α2AC-KO
R
S
S
L
L
α2ABC-KO
Abb. 27: Autoradiographie von α2-Rezeptoren an Kryostatschnitten von
Plazenten an Tag E10,5, die mit Giemsa gegengefärbt wurden. a, c, d) α2Rezeptoren sind in Plazenten von WT- und α2AC-KO-Embryonen (a, c) nur
in den Riesenzellen und den darunterliegenden Spongiotrophoblastzellen
exprimiert (schwarze Färbung). Die Autoradiographie der Plazenta von
α2ABC-KO-Embryonen (d) untermauert den Befund aus den Bindungsstudien, daß praktisch alle α2-Rezeptoren im embryonalen Teil der Plazenta
sind, da hier keine Schwärzung entstand. Maßstab: 100 µm b) Ausschnitt
aus der WT-Plazenta ohne darüber gelegtes Autoradiogramm. Maßstab:
30 µm. D, Dezidua, L, Labyrinth, R, Riesenzellen, S, Spongiotrophoblast.
71
Nachweis spezifischer Plazentazelltypen mittels in situ-Hybridisierung
Nachdem die Lokalisierung der α2-Rezeptoren aufgeklärt war, kam die Frage auf, ob
die entsprechenden Zelltypen in den Plazenten der α2ABC-KO-Embryonen überhaupt
gebildet werden, da der Entwicklungsdefekt auch im Fehlen einzelner zellulärer
Komponenten begründet sein könnte. Zu diesem Zweck wurden in situ-Hybridisierungen
durchgeführt, bei denen Spongiotrophoblasten und Riesenzellen mit spezifischen
Markern detektiert wurden (siehe Abbildung 28), nämlich murinem plazentaren Lactogen 1 (mPL1) und dem trophoblastspezifischen Faktor (431 1). Mit der Sonde gegen
mPL 1 konnten sowohl in WT- und α2AC-KO-Plazenten als auch in Plazenten von α2ABCKO-Embryonen erfolgreich Riesenzellen detektiert werden . Ebenso war die Spongiotrophoblastschicht vollständig ausgebildet, wie anhand der Hybridisierungen mit der
4311-Sonde deutlich erkennbar ist.
α2AC-KO
WT
a
mPL1
R
α2ABC-KO
mPL1
b
c
mPL1
R
R
L
L
L
C
d
S
4311
C
e
C
C
4311
S
f
S
Ergebnisse
5.5
4311
L
L
C
C
Abb. 28: In situ-Hybridisierung an Plazenten von WT-, α2AC- und α2ABCKO-Embryonen an Tag E10,5. Die obere Reihe (a-c) zeigt Hybridisierungen
für murines plazentares Lactogen 1 (mPL1), das nur in den Riesenzellen
gebildet wird. Hybridisierungen gegen mRNS von 4311, einem Protein des
Spongiotrophoblasten, ist in der unteren Reihe (d-f) dargestellt. C, Chorionplatte, L, Labyrinth, R, Riesenzellen, S, Spongiotrophoblast. Größenbalken: 60 µm.
Demnach konnte festgehalten werden, dass der letale Plazentadefekt wohl nicht durch
einen Mangel relevanter Zellschichten bedingt ist, sondern möglicherweise auf dem
Verlust α2-Rezeptor-induzierter Signalkaskaden beruht.
72
5.6
Veränderungen in der Signaltransduktion nach α2ABC-Deletion
Aufgrund der Befunde, dass weder die Spongiotrophoblast- noch die Riesenzellen in
den Plazenten der α2ABC-KO-Embryonen fehlen, lag die Vermutung nahe, daß die
6
α2-Vermittelte ERK1/2-Phosphorylierung in Embryonalgewebe
6.1
α2-Vermittelte ERK1/2-Phosphorylierung im Dottersack
Zunächst sollte untersucht werden, ob über eine Stimulation mit Brimonidin (UK14304)
die Phosphorylierung von ERK1/2 initiiert werden kann. Die Stimulation von kultivierten
Dottersäcken von WT- und α2ABC-KO-Embryonen (Tag E 10,5) mit UK14304 zeigte,
dass dies in WT-Dottersäcken möglich war. Dieser Effekt blieb in α2ABC-KO-Dottersäcken aus, was als Beleg dafür gewertet wurde, dass der WT-Effekt eindeutig α2Rezeptor-vermittelt war (siehe Abbildung 29).
Ergebnisse
Signalweiterleitung innerhalb dieser Zellen verändert war. α2-Rezeptoren können
verschiedene Signalwege modulieren: Sie hemmen die Adenylatcyclase (Pohjanoksa
et al., 1997), blockieren Calcium-Kanäle (Li et al., 1998), erhöhen die Offenwahrscheinlichkeit von Kalium-Kanälen (Surprenant et al., 1992) und sind in der Lage,
MAP-Kinasen zu aktivieren (Peng et al., 1998). Da auffällig viele Maus-Linien, die
eine Deletion der Gene der MAP-Kinase-Signalwege tragen, einen vergleichbaren
Phänotyp wie die α2ABC-KOs zeigen (Giroux et al., 1999; Mikula et al., 2001; Qian et
al., 2000; Saxton et al. , 2001; Wojnowski et al., 1998), wurde im weiteren der
Schwerpunkt auf ERK1/2 gelegt.
α2ABC-KO
WT
44
42
P-ERK1/2
ERK1/2
basal
UK
FCS
basal
UK
FCS
44
42
kDa
Abb. 29: Western Blot von kultivierten Dottersäcken unter basalen Bedingungen und nach Stimulation (10 min) mit 1 µM UK14304 bzw. 10 % FCS
als Kontrolle. Die obere Reihe zeigt die jeweiligen Blots gegen die phosphorylierte Form von ERK1/2, die untere die gegen die unphosphorylierte Form.
Da bei den ERK1/2-Banden keine großen Unterschiede erkennbar sind,
kann davon ausgegangen werden, dass überall gleich viel Protein geladen wurde. Dies wurde außerdem mittels Hybridisierungen gegen β-Actin
überprüft (nicht gezeigt). Es ist ein Beispiel aus vier unabhängigen Experimenten gezeigt.
73
α2-Vermittelte ERK1/2-Phosphorylierung in der Plazenta
Da die Plazenta von α2ABC-KO-Embryonen auch einen mütterlichen Anteil des Genotyps
(α2A–/–B+/–C–/–) enthielt, wurde die ERK-Phosphorylierung in der Plazenta nicht im
Western Blot, sondern mittels Immunhistochemie im Gewebeschnitt detektiert. Anhand
von frisch präparierten WT-Plazenten (E10,5) konnten die MAP-Kinasen ERK1/2 in
allen Teilen der Plazenta lokalisiert werden. Die Stimulierung von α2AC-KO-Plazenten
mit dem α2-Agonisten UK14304 (1 µM , 30 min) führte jedoch nur in den Riesenzellen
und den Spongiotrophoblastzellen zu einem phospho-ERK-Signal. Das waren eben
jene Zelltypen, denen in der Autoradiographie die α2-Rezeptorexpression zugeordnet
werden konnte. Die Färbung innerhalb des Zellkerns bei α2AC-KO-Plazenten zeigte
darüberhinaus, dass durch die α2-Rezeptorstimulierung ERK1/2 nicht nur phosphoryliert wurden, sondern auch aktiviert wurden. Bei Plazenten von α2ABC-Embryonen
blieb diese Phosphorylierung erwartungsgemäß aus.
D
a
b
Ergebnisse
6.2
R
R
S
S
α2AC-KO
L
c
Kontrolle
R
S
R
L
S
WT
WT
α2ABC-KO
Abb. 30: ERK1/2-Phosphorylierung in der Plazenta durch den α2-Agonisten UK14304. Immunhistochemie an Kryostatschnitten (Tag E10,5). a)
Übersicht über eine unstimulierte WT-Plazenta, in der ERK1/2 weit verteilt
ist. Die kleine Insertion unten links zeigt die Kontrolle, bei der die Färbung
ohne den spezifischen Antikörper gegen ERK1/2 durchgeführt wurde. D,
Dezidua, L, Labyrinth, R, Riesenzellen, S, Spongiotrophoblast. Maßstab:
74
30 µm. b,c) Ausschnitte aus Plazenten von α2AC-KO- und α2ABC-KO-Embryonen, die 30 min mit 1 µM UK14304 behandelt wurden. Deutlich erkennbar ist die braune Färbung der Riesenzellen in Zellkern und
Cytoplasma und in den Spongiotrophoblastzellen. Die Zellkerne wurden
jeweils mit Giemsa gegengefärbt. Gezeigt ist ein Beispiel aus zwei unabhängigen Experimenten. Maßstab: 10 µm (b,c).
Da nun feststand, dass ERK1/2 durch α2-Rezeptoren bedingt in Embryonalgewebe
phosphoryliert werden kann, sollte überprüft werden, wie stark die ERK1/2-Phosphorylierung in vivo war. Gewebe von α2ABC-KO-Embryonen sollte weniger von der aktiven
Form von ERK1/2 enthalten. Deshalb wurde der Grad der Phosphorylierung per
Western Blot-Analyse in frisch präpariertem Gewebe untersucht. Tatsächlich war dieser
verglichen mit Material von α2AC-KO-Embryonen in Gewebe von α2ABC-KO-Embryonen
deutlich verringert, obgleich die Menge an ERK1/2-Protein nicht differierte. So lag in
der Plazenta ungefähr ein Drittel weniger von der phosphorylierten Form vor und im
Dottersack war praktisch keine Phosphorylierung mehr vorhanden, obwohl die
Expression von ERK1/2 an sich durch die zunehmende α2-Deletion unbeeinflußt
geblieben war (siehe Abbildung 31).
Plazenta
120
100
80
60
ERK1/2
Dottersack
P-ERK1/2
ERK1/2
P-ERK1/2
44
42
kDa
Diskussion
Basale ERK1/2-Phosphorylierung in frisch präpariertem Embryonalgewebe von
α2ABC-KO-Embryonen
Signalintensität
[% von α2AC-KO]
6.3
α2AC-KO
α2ABC-KO
*
40
20
0
*
Abb. 31: Graphische Darstellung der Western Blot-Analyse des Gehaltes an unphosphoryliertem und phosphoryliertem ERK1/2 in frisch präpariertem Plazenta- und Dottersackmaterial von α2AC-KO- und α2ABC-KO-Embryonen an Tag E10,5. Die Blots zeigen ein Beispiel aus drei unabhängigen Experimenten, die entsprechenden Säulen stellen die Mitterlwerte ±
SEM dar. *p<0,05 α2ABC-KO versus α2AC-KO.
75
6.4
Phosphorylierung der p38 MAP-Kinase
Deletion des Gens für p38 MAPK führt bei Mäusen infolge einer ungenügenden
Plazentavaskularisierung zum gleichen Zeitpunkt wie bei den α2ABC-KO-Embryonen
zur embryonalen Letalität. Aus diesem Grund wurde der Phosphorylierungsgrad von
p38 in frisch präpariertem Dottersackgewebe kontrolliert. Der Western Blot zeigte,
α2AC-KO
α2ABC-KO
38 kDa
Abb. 32: Western Blot mit Dottersackgewebe an
Tag E10,5. Verglichen mit α2AC-KO-Embryonen war
der phospho-p38 MAP-Kinase-Gehalt unverändert.
dass sich der α2ABC-KO nicht vom α2AC-KO unterschied (siehe Abbildung 32). Von
daher wurde eine Involvierung des p38 MAP-Kinase-Wegs innerhalb der embryonalen
Letalität von α2ABC-KO-Embryonen ausgeschlossen.
cAMP-Konzentration in extraembryonalen α2ABC-KO-Geweben
Um zu überprüfen, inwieweit die fehlende ERK-Aktivierung bei α2ABC-KO spezifisch
war oder auch andere α2-Rezeptor-vermittelte Signalwege betraf, wurden die Konzentrationen von cAMP in frisch präpariertem Material (Tag E10,5 ) von WT-, α2AC-KOund α2ABC-KO-Embryos gemessen (siehe Abbildung 33).
Plazenta
cAMP
[fmol/µg Protein]
6.5
Ergebnisse
P-p38 MAPK
Dottersack
400
300
200
WT
α2AC-KO
α2ABC-KO
100
0
Abb. 33: cAMP-Konzentration in Plazenta und Dottersack von WT-,
α2AC-KO- und α2ABC-KO-Embryonen (E10,5). Dargestellt sind die Mittelwerte ± SEM der cAMP-Konzentration bezogen auf die Proteinmenge im Eluat von jeweils 5 Materialproben pro Gewebe. Weder bei der Plazenta noch
76
beim Dottersack differierten die einzelnen Genotypen voneinander. Die
Analyse von Embryonen ergab ebenfalls keinen Unterschied in den cAMPKonzentrationen (Daten nicht gezeigt).
Ergebnisse
Das Ergebnis verdeutlichte, dass selektiv nur die Signaltransduktion in Richtung ERK1/
2 gemindert war. Die Deletion aller 3 α2-Rezeptorsubtypen führte zu keiner Veränderung
der cAMP-Konzentration.
77
7
Wechselwirkung zwischen α2-Rezeptoren und Rezeptor-Tyrosinkinasen
Rezeptoren bedingt war, oder ob nicht eine Wechselwirkung mit anderen, die MAPKinasen stimulierenden Rezeptoren verantwortlich war. In der Literatur sind mehrere
Fälle beschrieben, in denen die ERK1/2-Aktivierung durch ein Interagieren von GPCRs
und Rezeptor-Tyrosinkinasen (RTK) erklärt werden kann.
Aus diesem Grunde wurden im letzten Teil dieser Arbeit Experimente durchgeführt,
die einen möglichen molekularen Mechanismus der Interaktion zwischen α2-Rezeptoren
und RTKs aufklären sollten. Zur Untersuchung dieser Wechselwirkung sollte zuerst
ein Zellkultursystem etabliert werden. Erst in späteren Versuchen war eine Übertragung
auf die bereits vorher eingesetzte Organkultur von Dottersäcken geplant, um die
physiologische Relevanz des Zusammenspiels von α2-Rezeptoren und RTKs
aufzuzeigen. Die Zellkulturversuche wurden mit HEK293-Zellen durchgeführt, die
transient mit dem α2B-Rezeptor und dem PDGFβ-Rezeptor transfiziert waren. Die Wahl
fiel auf den α2B-Rezeptor, weil dieser den dominanten α2-Rezeptorsubtyp in der
Plazenta darstellt und wohl auch maßgeblich für die embryonale Letalität der α2ABCKO-Mäuse verantwortlich ist. Als möglicher Interaktionspartner wurde der PDGFβRezeptor ausgesucht, da nicht nur die PDGFβ-Rezeptor-KO-Maus einen teilweise
letalen Phänotyp zeigt, der in Teilen dem der α2ABC-KO-Embryonen ähnelt, obgleich
er erst zu einem viel späteren Zeitpunkt eintritt als bei den α2ABC-KOs (Soriano, 1994),
als auch die PDGF-BB-KO-Maus. Darüber hinaus ist bekannt, dass sowohl der PDGFβRezeptor als auch seine Liganden in der Plazenta exprimiert werden (Leveen et al.,
1994).
7.1
Ergebnisse
Die im Laufe der Untersuchungen erhaltenen Ergebnisse warfen die Frage auf, ob die
verminderte ERK1/2-Phosphorylierung einzig und allein durch das Fehlen aller α2-
Kinetik der α2-Rezeptor-vermittelten ERK1/2-Phosphorylierung
Zu Beginn der Suche nach einer möglichen Wechselwirkung mußten die Versuchsbedingungen sowohl für die Experimente mit dem Zellkulturmodell als auch für die
Untersuchungen an embryonalem Material ausgetestet werden. Hierfür wurden
HEK293-Zellen mit der DNS für den α2B-Rezeptor transient transfiziert, nach 48 Stunden
über Nacht in FCS-freiem Medium kultiviert und anschließend verschieden lang mit
dem Agonisten UK14304 (1 µM) stimuliert. Wie Abbildung 34 zeigt, ist eine α2-Rezeptorvermittelte ERK1/2-Phosphorylierung bereits nach 5 bis 10 min Stimulation gut
detektierbar.
78
–
UK14304:
5
10
30
60
min
P-ERK
ERK
Abb. 34: Western Blot-Analyse der Lysate von α2B-transfizierten
HEK293-Zellen, die nach 12stündiger Kultur in serumfreiem Medium über
den oben bezeichneten Zeitraum hinweg mit dem α2-Agonisten UK14304
in einer Konzentration von 1 µM stimuliert wurden.
β-Rezeptor-vermittelten ERK1/2-Phosphorylierung
Kinetik der PDGFβ
Für den PDGFβ-Rezeptor wurde in der gleichen Weise verfahren. Der Western Blot
zeigte, dass nach 10 min Stimulation mit 30 ng/ml PDGF-BB die Phosphorylierung von
ERK1/2 zuverlässig nachweisbar war (siehe Abbildung 35).
PDGF-BB:
–
5
10
30
60
min
Ergebnisse
7.2
P-ERK
ERK
Abb. 35: Western Blot-Analyse der Lysate von PDGFβ-Rezeptortransfizierten HEK293-Zellen, die nach 12stündiger Kultur in serumfreiem
Medium 5 bis 60 min mit 30 ng/ml PDGF-BB stimuliert wurden.
7.3
ERK1/2-Phosphorylierung nach Co-Stimualtion mit UK14304 und PDGF-BB in
HEK293-Zellen
Im nächsten Schritt wurden HEK293-Zellen mit DNS für den α2B- und den PDGFβRezeptor co-transfiziert und anschließend 10 min stimuliert. Die gleichzeitige
Behandlung mit UK14304 und PDGF-BB wirkte sich verglichen mit den Effekten der
Einzelstimulationen mit UK14304 oder PDGF-BB überadditiv auf die ERK1/2Phosphorylierung aus (siehe Abbildung 36). Das ließ den Schluß ziehen, dass eine
Wechselwirkung zwischen den beiden unterschiedlichen Rezeptoren stattfindet, welche
die Aktivierung von ERK1/2 verstärkt. Im Kontrollversuch mit untransfizierten Zellen
79
wurde keine Stimulierung durch UK14304 oder PDGF-BB erreicht (nicht gezeigt).
HEK293-Zellen
150
100
50
0
UK14304
PDGF-BB
FCS
–
–
–
+
–
–
–
+
–
+
+
–
–
–
+
Abb. 36: ERK1/2-Phosphorylierung in α 2B-/PDGFβ-Rezeptor-cotransfizierten HEK293-Zellen. Die Effekte der Einzelstimulationen mit 1 µM
UK14304 und 30 ng/ml PDGF-BB lagen deutlich über dem basalen Wert
der Phosphorylierung. Nach Co-Stimulation erreichte die Phosphorylierung das gleiche Ausmaß wie unter Kontrollbedingungen mit 10 % FCS.
Die Intensität der Banden wurde jeweils auf die der FCS-Bande normalisiert. Gezeigt sind ein Beispielblot und die Mittelwerte ± SEM aus vier
unabhängigen Experimenten.
7.4
Ergebnisse
P-ERK
[% von FCS Stimulation]
P-ERK
ERK1/2-Phosphorylierung nach Co-Stimulation mit UK14304 und PDGF-BB in
Dottersäcken
Bislang ist im wesentlichen in Krebszell-Linien gezeigt worden, dass eine Wechselwirkung von GPCRs und RTKs physiologisch gesehen eine Rolle spielt (Prenzel et
al., 1999). Um nun Hinweise zu finden, dass ein solches Zusammenspiel von GPCRs
und RTKs auch während der Entwicklung eine lebensnotwendige Voraussetzung sein
könnte, wurden Versuche mit Dottersäcken von Tag E10,5 durchgeführt. Im ersten
Schritt sollte mithilfe von Dottersäcken von WT-Mäusen die Übertragbarkeit des
Zellkulturmodells auf ein wichtiges Organ während der Embryonalentwicklung und
damit auch die in vivo-Relevanz der Zellkulturversuche überprüft werden. Zu diesem
Zweck wurden Dottersäcke über Nacht in serumfreiem Medium kultiviert. Am nächsten
Tag wurden die endogenen α2B- und PDGFβ-Rezeptoren in der gleichen Weise wie
80
die transfizierten Zellen für 10 min stimuliert (siehe Abbildung 37). Der in den HEKZellen beobachtete, überadditive Effekt einer Co-Stimulation trat in der gleichen Weise
in den Dottersäcken auf, was deutlich machte, dass eine Interaktion von GPCRs und
RTKs auch in dem embryonalen Gewebe stattfindet, welches im Falle der α2ABC-KOEmbryonen schwerwiegend geschädigt ist und wohl maßgeblich zu deren embryonaler
Letalität beiträgt.
WT-Dottersäcke (E10,5)
150
100
50
0
UK14304
PDGF-BB
FCS
–
–
–
+
–
–
–
+
–
+
+
–
–
–
+
Ergebnisse
P-ERK
[% von FCS-Stimulation]
P-ERK
Abb. 37: ERK1/2-Phosphorylierung in WT-Dottersäcken (E10,5).
Ebenso wie bei den Zellversuchen lag der Effekt der Einzelstimulation mit
1 µM UK14304 oder 30 ng/ml PDGF-BB über dem basalen Wert der Phosphorylierung. Nach Co-Stimulation erreichte die Phosphorylierung ebenfalls
den gleichen Grad wie die FCS-Kontrolle (10 % FCS). Die Intensität der
Banden wurde jeweils auf die FCS-Bande normalisiert. Dargestellt ist ein
Beispielblot aus vier unabhängigen Experimenten.Die Säulen zeigen die
Mittelwerte ± SEM aus vier unabhängigen Experimenten.
7.5
Transaktivierung in α2ABC-KO-Dottersäcken
Zur Beleuchtung des möglichen Mechanismus der Wechselwirkung zwischen GPCRs
und RTKs in embryonalem Gewebe wurden α2ABC-KO-Dottersäcke über Nacht in
serumfreiem Medium kultiviert. Diese Dottersäcke wurden am nächsten Tag in eine
Co-Kultur mit HEK293-Zellen überführt, die transient mit dem α2B-Rezeptor transfiziert
waren. Nach Stimulation des α2B-Rezeptors in den Zellen mit 1 µM UK14304 wurden
die Dottersäcke sofort eingefroren und die Zellen lysiert. Die nachfolgende Western
81
α2ABC-KO-Dottersäcke α2B-transfizierte-Zellen
P-ERK1/2
Ergebnisse
Blot-Analyse zeigte auch in den α2ABC-defizienten Dottersäcken ERK1/2-Phosphorylierung (siehe Abbildung 38), obwohl die Expression von ERK1/2 an sich unverändert
blieb. Als Kontrolle wurden Western Blots für β-Aktin durchgeführt, die zeigten, dass
es keine gravierenden Variationen in der geladenen Proteinmenge gab und außerdem
Western Blots von den stimulierten Zellen aus der Co-Kultur, um zu demonstrieren,
dass die ERK1/2-Phosphorylierung α 2B-mediiert war. Somit wurde die ERK1/2Aktivierung in den α2ABC-Dottersäcken auf eine α2B -Rezeptor-vermittelte Transaktivierung von RTKs zurückgeführt, die durch die Sekretion eines Botenstoffs in den
Extrazellularraum zustande kam. Der Mechanismus der beobachteten Interaktion
zwischen α2B-Rezeptor und PDGFβ-Rezeptor schien damit geklärt und aufgrund der
Verwendung von α2ABC-KO-Dottersäcken auch eine physiologische Relevanz bewiesen.
Als letzte Kontrolle sollten jedoch diese Versuche mit untransfizierten HEK-Zellen
wiederholt werden, um zu zeigen, dass wirklich eine α2B-Rezeptor-vermittelte Transaktivierung vorliegt.
ERK1/2
β-Aktin
basal
UK
FCS
basal
UK
FCS
Abb. 38: Western Blot-Analyse der Transaktivierung von RTKs in α2ABCKO-Dottersäcken (Tag E10,5). Serumfreie Co-Kulturen von transient
transfizierten HEK293-Zellen und α2ABC-KO-Dottersäcken wurden jeweils
10 min mit 1 µM UK14304 oder 10 % (V/V) FCS stimuliert. Es sind
Beispielblots aus zwei unabhängigen Experimenten gezeigt.
82
V.
Diskussion
1
Untersuchung von α2-Doppel-KO-Mäusen
Diskussion
Untersuchungen am Menschen sind nur allzu oft Grenzen gesetzt, die mithilfe geeigneter Tierversuche überschritten werden können. Zum einen, weil die Zeitspanne zur
Erlangung der Erkenntnisse deutlich kürzer ist, und zum anderen weil viele Versuche
noch innerhalb der ethischen Grenzen durchgeführt werden können, die am Menschen
undenkbar wären. So kann unter Zuhilfenahme von Mäusen, deren Genom gezielt
modifiziert wurde, großes Wissen über komplexe Mechanismen sowohl auf physiologischer als auch auf molekularer Ebene erlangt werden. Transgene Mäuse mit
Deletionen für α2-Rezeptoren lieferten in den letzten Jahren bereits weit reichende
Erkenntnisse über die Regulation des Blutdrucks oder auch der Signalweiterleitung
innerhalb des Nervensystems. In dieser Arbeit wird gezeigt, dass die Forschung an
α2-Rezeptoren noch lange nicht am Ende ist, sondern immer wieder demonstriert,
welch wichtige Rolle α2-Rezeptoren während des Lebens spielen.
α2-Rezeptoren lassen sich in drei Subtypen untergliedern, die trotz großer Homologien
deutliche Unterschiede aufweisen. Apparent wurden diese Divergenzen nicht zuletzt
durch die Untersuchung von Mäusen, denen ein oder zwei α2-Rezeptoren durch
homologe Rekombination aus dem Genom entfernt wurden. Bislang sind drei EinzelKOs für α2-Rezeptoren und der Doppel-KO von α2A- und α2C-Rezeptor bekannt (Altman
et al., 1999; Hein et al., 1999; Link et al., 1995; Link et al., 1996). Im Zuge dieser Arbeit
wurden die verbleibenden möglichen KO-Mäuse durch Kreuzung generiert. Dabei zeigte
sich, dass zwar α2AB-Rezeptor-KO-Mäuse ebenso wie die bereits vorhandenen α2ACRezeptor-KO-Mäuse ungefähr zu dem nach Mendel vorhergesagten Prozentsatz
geboren wurden (Hein et al., 1999), es jedoch schwer fiel, die Zucht von α2BC-Rezeptordefizienten Mäuse aufzubauen, da nur 22 % der erwarteten Mäuse mit einer Deletion
für α2B- und α2C-Rezeptoren geboren wurden. Auch die α2B-KO-Tiere wurden bei
heterozygoter Verpaarung nur zu einem deutlich verringerten Prozentsatz geboren
(Link et al., 1996), weshalb bereits von anderen Wissenschaftlern ein Zusammenhang
der α2B-Deletion mit embryonaler Letalität diskutiert wurde (Cussac et al.,2001). Darüber
83
Diskussion
hinaus gelang die Rückkreuzung der vorhandenen α2B-KO-Mäuse (C57BL/6J, DBA/
2J) auf einen einheitlichen genetischen Hintergrund (C57BL/6J) nicht zufriedenstellend.
Nach den erforderlichen 10 Rückkreuzungsschritten wurde aus mehr als 180 Nachkommen nur eine Maus erhalten, die ein homozygoter α2B-KO auf kongenem Hintergrund war. Eine weitere Verpaarung dieses Männchens brachte α2B-KO-Nachkommen
nur mit einem Weibchen, in dessen Genom noch eine Kopie für den α2B-Rezeptor
intakt war (persönliche Mitteilung von Marc Brede, Institut für Pharmakologie, Universität
Würzburg). Diese Beeinflussung der Embryonalentwicklung durch den α2B-Rezeptor
wird in einem späteren Abschnitt bei der Besprechung der Dreifach-KOs näher
beleuchtet. Neben der verminderten Zahl wiesen die beiden neu generierten DoppelKO-Linien keine dramatischen Auffälligkeiten auf, weshalb die α2AB-KOs auch
bedenkenlos für weitere Studien mit dem Anästheticum Etomidate eingesetzt wurden.
Dies soll innerhalb dieser Arbeit aber nicht besprochen werden. Allerdings erkranken
Mäuse bei gleichzeitigem Fehlen von α2A- und α2C-Rezeptoren an einer fortschreitenden
Herzhypertrophie, die schlußendlich zu einer tödlichen Herzinsuffizienz führt (Hein et
al. , 1999). α2AB-KO-Mäuse zeigten keinerlei Anzeichen von cardiovaskulären
Erkrankungen. Eine mögliche Auswirkung des α2AB-KOs auf metabolische oder andere
physiologische Parameter wurde nicht untersucht, so dass pathologische Veränderungen in diesen Bereichen nicht ausgeschlossen werden konnten. α2BC-RezeptorKO-Mäuse hingegen wiesen ähnlich wie α2C-KO-Mäuse nicht nur einen erstaunlich
schnellen Zuwachs an Körpermasse, sondern auch eine erhöhte Angriffsbereitschaft
auf (Sallinen et al., 1998). Jedoch blieb auch dieser Befund ohne weitere Hinterfragung.
Die Untersuchung des Herzens von α2AB-KOs und α2BC-KOs brachte keine verläßlichen
Hinweise auf eine Beeinträchtigung des Herzens. Allerdings zeigte die Sirius RotFärbung des α2BC-KO-Herzens möglicherweise eine beginnende Fibrosierung des
Herzens, die häufig mit einer Kardiomyopathie einhergeht. Prinzipiell scheint eine
Beeinträchtigung der Herz-physiologie bei α2BC-KOs nicht gegeben. α2B-KO-Mäuse
unterliegen bis auf die fehlende Gefäßdilatation nach α 2-Stimulation keinerlei
Einschränkungen von kardiovaskulären Funktionen (Link et al., 1996), doch scheint
dieser Rezeptor trotzdem eine relevante Rolle im Herz-Kreislaufsystems zu spielen.
Untersuchungen am Menschen zeigten, dass es für den α 2B -Rezeptor einen
Polymorphismus gibt, der bei Finnen mit einer Häufigkeit von 17 % auftritt (Snapir et
al. , 2001) und zu einer erhöhten Inzidenz für Myokardinfarkte führt. Dieser
Polymorphismus ist durch eine Deletion von drei Glutamatresten in der dritten
intrazellulären Schleife des Rezeptors charakterisiert (α2B301-303Del) (Heinonen et
al., 1999), wo die Phosphorylierung des Rezeptors nach Agoniststimulation und die
darauf folgenden Arrestinbindung stattfindet (Eason et al., 1996). Durch die Deletion
kann der Rezeptor weniger leicht desensibiliseren (Small et al., 2001). Damit stellt ein
84
solcher mutierter Rezeptor allerdings das genaue Gegenteil eines KOs dar, da er
nicht mehr „abgeschaltet“ werden kann. Dem gegenüber steht der Polymorphismus
des α2C-Rezeptors, der ebenfalls innerhalb der dritten intra-zellulären Schleife liegt, in
einem funktionsdefizienten Rezeptor mündet (Small et al., 2000) und ebenfalls das
Risiko kardiovaskulärer Ereignisse erhöht (Brede et al., 2002; Liggett et al., 2002).
Dieser funktionelle „KO“ des α2C-Rezeptors ist vergleichbar mit der α2C-KO-Maus, die
nach Aortenstenose schlechtere Überlebenschancen besitzt als eine vergleichbare
WT-Maus (Brede et al., 2002). Inwieweit aber das gleichzeitige Fehlen von α2B- und
α2C-Rezeptor eine wirkliche Beeinträchtigung der kardiovaskulären Funktionen unter
basalen Bedingungen bewirkt, kann anhand der Daten, die in dieser Arbeit erhoben
wurden, nicht beantwortet werden.
Embryonale Letalität von α2ABC-KO-Mäusen
Weit drastischer äußerte sich die Tragweite einer Deletion aller drei α2-Rezeptoren.
Bei dem Versuch, eine solche Mauslinie durch Kreuzen zu erhalten, zeigte sich, dass
das Fehlen von allen drei α2-Subtypen zum intrauterinen Tod führt: Von mehr als 200
Mäusen wurde nur eine Maus geboren, die keinerlei α2-Rezeptoren mehr exprimierte.
Die Rolle, die α2-Rezeptoren in diesem Zusammenhang spielen, sollte nun untersucht
werden. In veröffentlichten Arbeiten wurde bereits auf eine mögliche Involvierung von
α2-Rezeptoren in die Embryonalentwicklung der Maus hingewiesen.
Der Embryonalentwicklung liegen weit verzweigte Mechanismen zugrunde. Kritisch
für die embryonale Entwicklung der Maus sind mehrere Zeitpunkte: So können Fehler
in der Entwicklung während der Implantation auftreten, die noch im Blastozystenstadium
zum Tod führen, wie es beispielsweise beim KO für Grb2 der Fall ist (Cheng et al.,
1998). Es gibt auch letale Entwicklungsdefekte nach erfolgter Implantation (Ohba et
al., 2001), solche, die während der Plazentogenese auftreten (Giroux et al., 1999;
Mikula et al., 2001; Qian et al., 2000; Regan et al., 2002; Saxton et al., 2001; Voss et
al., 2000; Wojnowski et al., 1998; Yang et al., 2000) und Störungen der eigentlichen
Organogenese, die zum Tod führen (Johnson et al., 1997; Leveen et al., 1994; Lu et
al., 1997; Montuenga et al., 1997; Soriano et al., 1994). Durch kontrollierte Verpaarung
konnten Embryonen gezielt zu bestimmten Zeitpunkten der 21 Tage dauernden
Embryonalentwicklung entnommen werden und somit das Zeitfenster festgelegt
werden, wann α2ABC-KO-Embryonen sterben, nämlich um Tag E10,5 herum. In dieser
Phase der murinen Embryonalentwicklung sind in der Literatur im großen und ganzen
drei Ursachen beschrieben, die zum Absterben des Embryos führen. Zum einen
schwerwiegende neurologische Defekte, wie eine Exencephalie bei Jnk1/2-KO-Mäusen
Diskussion
2
85
Diskussion
(Kuan et al., 1999), außerdem die unzureichende Entwicklung innerhalb des HerzKreislauf-Systems, an denen unter anderem p38 MAPK-KO-Mäuse und ERK5-KOMäuse leiden (Mudgett et al., 2000; Regan et al., 2002), aber es sind schlußendlich
auch letale Phänotypen beschrieben, die in Defekten extraembryonaler Organe
begründet liegen (Tanaka et al., 1997). Der Vergleich von α2ABC-KO-Embryonen mit
WT- oder α2AC-KO-Embryonen machte deutlich, dass an Tag E10,5, wenn ein Großteil
der α2ABC-KO-Embryonen noch am Leben ist, keine gravierenden Entwicklungsdefekte
am Embryo selbst zu finden sind, die als Todesursache gelten könnten. Am meisten
ausgeprägt scheint eine Verzögerung im Schluß des Neuralrohrs zu sein, dessen
Ränder nicht glatt, sondern gewellt waren. Auffällige Unterschiede tun sich aber erst
ab Tag E11,5 auf, wenn die α2ABC-KO-Embryonen bereits tot sind, da sie dann aufgrund
des fehlenden Wachstums drastisch kleiner sind als WT- und α2AC-KO-Embryonen
und häufig schon nekrotischen Prozessen unterworfen sind. Daher konnten neurologische Entwicklungsdefekte als Grund für die Letalität ausgeschlossen werden. Die
histologische Untersuchung des Herzens an Tag E10,5 ergab ebenfalls keinen Hinweis
auf eine irreguläre Entwicklung. Die zu diesem Zeitpunkt erforderliche Trabekulation
im Herzen konnte gezeigt werden. Damit grenzen sich α2ABC-KO-Embryonen von anderen KOs innerhalb des adrenergen Systems ab. Sowohl β1-KO-Embryonen, als auch
solche für TH, DBH oder für den Transkriptionsfaktor GATA3 erfahren eine Unterentwicklung des Herzens (Lim et al., 2000; Rohrer et al., 1996; Thomas et al., 1995;
Zhou et al., 1995). Allerdings sterben alle diese auch später in der Embryonalentwicklung als α2ABC-KO-Embryonen. Um abzuklären, ob nicht vielleicht ein funktioneller Defekt trotz der richtigen Herzmorphologie zum Tode führt, wurden die Herzfrequenzen der einzelnen Genotypen verglichen. TH-KO-Embryonen wiesen Bradykardien auf (Zhou et al., 1995 ). Die Herzfrequenz von α2ABC-KO-Embryonen unterschied sich aber bis Tag E9,5, wenn alle α2ABC-KO-Embryonen noch leben, nicht von
der von WT- oder α2AC-KO-Embryonen. Bradykarde Veränderungen traten erst mit
Tag E10,5 auf, wenn der Sterbeprozess bereits angelaufen war. Allerdings muß angemerkt werden, dass die Herzen von α2AC-KO-Embryonen an Tag E10,5 ebenfalls
deutlich langsamer schlugen, was jedoch nicht näher untersucht wurde. Deshalb kann
man davon ausgehen, daß die in α2ABC-KO-Embryonen auftretende Bradykardie konsekutiver Natur ist und nicht ursächlicher. Um α2ABC-KO-Embryonen zusätzlich von
TH- und DBH-KO-Embryos abzugrenzen, wurden Catecholaminbestimmungen durchgeführt. Diese zeigten, dass bei α2ABC-KO-Embryonen keine Veränderung von L-DOPASpiegeln vorlag, was auf eine unveränderte Catecholaminsynthese schließen ließ.
Schließlich ist in der Literatur beschrieben, dass die Stimulation von α2-Rezeptoren
mit Clonidin zu einer verminderten L-DOPA-Konzentration führt, die Hemmung mit
Idazoxan von cerebralen α2-Rezeptoren zu einer Erhöhung (Pi et al., 1992), begründet
86
Diskussion
dadurch, dass α2-Rezeptoren, vor allem wohl der α2B- und der α2C-Subtyp, das Geschwindigkeits-bestimmende Enzym der Catecholaminsynthese, die Tyrosinhydroxylase hemmen (Esteban et al., 1996). Das Fehlen von α2-Rezeptoren sollte somit eher
zu einer Erhöhung von L-DOPA führen, was jedoch in α2ABC-KO-Embryonen nicht der
Fall war. Der Grund hierfür könnte in einer nicht näher untersuchten Gegenregulation
liegen. Insofern konnte die Letalität in einem verminderten Angebot von Noradrenalin,
wie bei TH- und DBH-KOs, nicht begründet sein. Übrig blieb als eine der Hauptursachen
für embryonale Letalität eine Fehlentwicklung der extraembryonalen Organe Plazenta
und Dottersack. Die Expression von α2-Rezeptoren in diesen Organen war bislang
nicht bekannt. Mithilfe der RT-PCR konnte gezeigt werden, dass nicht nur der Embryo
selbst an Tag E10,5, sondern auch Plazenta und Dottersack α2-Rezeptoren exprimieren.
Nach den von Wang et al. erhobenen Daten sollte es zumindest im Embryo einen
zeitlichen Verlauf der α2-Rezeptorexpression während der Embryonalentwicklung
geben, bei dem die Zeitfenster für die subtypspezifische Expression jeweils kaum
überlappten und α2B- und α2C-Rezeptor erst lange nach dem α2A-Rezeptor gebildet
werden (Wang et al., 1997). Dies sind allerdings Daten, die per in situ-Hybridisierung
erhoben wurden, die verglichen mit der RT-PCR zwar eine zellspezifische Lokalisation
erlaubt, aber auch eine höhere Detektionsgrenze hat. In Anbetracht der Tatsache,
dass von den gleichen Autoren erklärt wird, dass die Catecholaminsynthese bis zur
Stufe des Noradrenalins an Tag E9,5 bereits voll funktionsfähig ist, erscheint es nur
logisch, dass auch schon α2-Rezeptoren existieren, die die Freisetzung von Noradrenalin regulieren könnten. Die viel früher einsetzende Bildung von α2-Rezeptoren
ist deswegen schlüssiger, da α2ABC-KO-Embryonen erst um Tag E14,5 sterben sollten,
wenn die Vorhersage von Wang et al. zuträfe, weil erst dann alle α2-Rezeptoren
exprimiert sind bzw. waren. Außerdem wurde von Wang et al. nicht untersucht, ob
auch Plazenta und Dottersack α2-Rezeptoren bilden, was mit dieser Arbeit nun
nachgewiesen wurde. Die vollständige Deletion von α2-Rezeptoren schien in der Tat
zu letalen Defekten in der Entwicklung der beiden extraembryonalen Organen, nämlich
Dottersack und Plazenta zu führen.
Der Dottersack ist die erste Stelle der Blutgefäßbildung im Zuge der Embryonalentwicklung (Palis et al., 1995). Um Tag E7 formen sich aus dem Mesoderm, das über
dem viszeralen Endoderm liegt, Blutinseln, die eine gemeinsame Vorstufe für die
primitiven Erythrozyten und Gefäß bildende Endothelzellen darstellen (Choi et al.,
1998). Dadurch ist der Dottersack sehr schnell in der Lage, ein feines Netz von großen
und kleinen Gefäßen zu bilden, über das der Embryo mit Nährstoffen und Gasen
versorgt wird, wenn die Resorption von decidualem Gewebe für die Ernährung des
Embryos einerseits nicht mehr ausreicht, die Plazenta andererseits noch nicht so weit
ausgebildet ist, als dass sie diese Aufgabe übernehmen könnte (Jollie et al., 1990).
87
Diskussion
Ein zu kleiner Dottersack mit einem unterentwickelten Gefäßsystem führt daher meist
zum Tod des Embryos, wie auch die KOs für den angiogenen Faktor VEGF und seine
Rezeptoren zeigen (Carmeliet et al., 1996; Ferrara et al., 1996; Fong et al., 1995;
Sato et al., 1995; Shalaby et al., 1995). Beim Menschen wird der Dottersackdiameter
sogar genutzt, um Rückschlüsse über den zukünftigen Schwangerschaftsverlauf zu
ziehen (Stampone et al., 1996). Der Dottersack von α2ABC-KO-Embryonen wies an
Tag E10,5 einen Mangel an kleinen Gefäßen auf, es waren fast nur große erkennbar,
so dass trotz uneingeschränktem Größenwachstums verglichen mit WT- und α2ACKO-Embryos eine ausreichende Versorgung des Embryos nicht mehr gewährleistet
werden konnte. Dieser Phänotyp entsprach unter anderem dem KO für Mekk3, einer
MAPKKK innerhalb des MAPK-Signalwegs (Yang et al., 2000). Darüber hinaus war
eine Ablösung des Endothels vom Endoderm zu sehen, die vergleichbar mit der im
Ephrin B2-KO war und zu einem Zusammenbruch der Gefäße führte (Wang et al.,
1998). In diesem Abschnitt der Embryonalentwicklung entwickelt sich aber auch die
Plazenta, die vom Dottersack die Aufgabe der embryonalen Versorgung übernimmt
und darüber hinaus den mütterlichen Stoffwechsel und Blutfluß auf die Schwangerschaft
abstimmt (Cross et al., 2000). Die Bedeutung der Plazenta wird umso deutlicher, wenn
man bedenkt, dass beim Fehlen einer Plazenta der Embryo auch ohne offensichtliche
Defekte stirbt (Rinkenberge et al.r, 1997). α2ABC-KO-Embryonen entwickelten zwar
eine Plazenta, doch fehlte dieser, ebenso wie vorher dem Dottersack, eine ausreichende
Vaskularisierung innerhalb des Labyrinths, das normalerweise durch einen feine
Verästelung von embryonalen Blutgefäßen gebildet wird, deren Gerüst, die Trophoblastzellen, von mütterlichem Blut umflossen werden. Auf diese Art wird der Austausch
zwischen Embryo und Mutter gewährleistet. Ist dies nicht möglich, wie es in vielen
KOs für Proteine aus dem ERK1/2-Signalweg gezeigt ist, kommt es zum Absterben
des Embryos (Giroux et al., 1999; Qian et al., 2000; Saxton et al., 2001; Wojnowski et
al., 1998; Yang et al., 2000). Dass TH- oder DBH-KO-Embryonen nicht auch einem
Plazentadefekt unterliegen, kann damit erklärt werden, dass die Stimulation von α2Rezeptoren mit Catecholaminen durchaus noch möglich ist, da die Mutter aufgrund
ihres heterozygoten Genotyps noch immer genug Catecholamine bilden kann. Im Falle
der α2ABC-KO-Embryonen kam es zu einer deutlichen Vergröberung der Labyrinthstruktur mit einer signifikant verringerten Fläche von embryonalen Blutgefäßen. Dabei
blieb die Anzahl der Gefäße und auch die darin enthaltenen Erythrozyten unverändert,
was darauf hindeutete, dass der Fehler in der Verzweigung und in der Verteilung der
Blutgefäße bestand und nicht in einem Ausbleiben der Vaskularisierung. Bedingt schien
dies durch eine falsche Anordnung der Trophoblastzellen, in deren Astwerk die
embryonalen Gefäße hineinwachsen. Die Trophoblastzellen der Plazenten von α2ABCKOs waren clusterartig innerhalb des Labyinths verteilt und vergrößerten dadurch den
88
Diskussion
Diffusionsweg zwischen dem mütterlichem und dem embryonalen Blutkreislauf. Die
„Verklumpung“ von Trophoblastzellen kam dabei nicht dadurch zustande, dass durch
einen möglicherweise erhöhten mütterlichen Blutdruck innerhalb der Plazenta die
mütterlichen Gefäße aufgeweitet wurden und embryonales Gewebe komprimierten.
Ein abnormer maternaler Blutfluß innerhalb der Plazenta führt nämlich beim Menschen
meist zwischen der 7. und 12. Schwangerschaftswoche zu einer Fehlgeburt (Jaffe et
al., 1995). Da jedoch weder die Anzahl noch die Fläche, die von mütterlichen Lakunen
eingenommen wurde, im Vergleich zu WT- oder α2AC-KO-Plazenten verändert war,
konnte dies bei den α2ABC-KOs ausgeschlossen werden. Der Defekt lag somit eindeutig
auf der embryonalen Seite der Plazenta. Um dies näher zu charakterisieren, wurde im
nächsten Schritt untersucht, wo und in welcher Menge α2-Rezeptoren in der Plazenta
exprimiert werden. Für die menschliche Plazenta ist bekannt, dass sie mindestens 2
Subtypen an α2-Rezeptoren enthält, von denen etwa 60 % α2A-Rezeptoren und 40 %
α2B-Rezeptoren sind (Falkay et al., 1994). Die höchste Dichte von α2-Rezeptoren wird
gegen Ende des ersten Trimesters erreicht, ein Entwicklungsstand, der in ungefähr
dem entspricht, in dem die α2ABC-KO-Embryonen sterben. Von da ab nimmt die Dichte
zum Ende der Schwangerschaft hin ab, wobei dann vermehrt β-Rezeptoren exprimiert
werden (Falkay et al., 1985; Falkay et al., 1994). Auch in Rattenplazenta scheinen α2Rezeptoren gebildet zu werden, es ist aber nichts bekannt über die wirkliche Menge
und Lokalisation. Zu diesem Zweck wurden Radioligandenbindungsstudien durchgeführt, die aufzeigten, dass die murine WT-Plazenta an Tag E10,5 etwa 200 fmol/mg
α2-Rezeptoren enthielt, wovon sich α2AC-KO-Plazenten, bei denen noch eine Kopie
des Gens für den α2B-Rezeptors auf der mütterlichen Seite vorhanden war, nicht
unterschied. Dadurch war offensichtlich, dass die Plazenta der Maus in der Hauptsache
nur α2B-Rezeptoren besitzt. Durch Bindungsstudien mit α2ABC-KO-Plazenten, die nur
noch eine geringe Restbindung aufwiesen, wurde klar, dass praktisch alle diese
Rezeptoren im embryonalen Teil der Plazenta lokalisiert sein mußten. Autoradiographieexperimente mit Plazenten brachten zum Vorschein, dass α2-Rezeptoren
vornehmlich in Riesenzellen und dem darunter liegenden Spongiotrophoblasten
exprimiert waren, also an einer Stelle, die ein direktes Bindeglied zwischen mütterlichem
und embryonalem Gewebe darstellt. Die Riesenzellen spielen eine große Rolle während
der Schwangerschaft. Sie verankern den embryonalen Teil der Plazenta im Uterus
und drängen das mütterliche Gewebe durch die Sekretion von Proteasen zum kontrollierten Rückzug. Des weiteren stellen diese endoreduplizierenden Zellen (Nakayama
et al., 1998), an deren Ausdifferenzierung der Transkriptionsfaktor Mash-2 maßgeblich
beteiligt ist (Tanaka et al., 1997), die Quelle von vielen Wachstumsfaktoren und
angiogenen Faktoren dar: Durch VEGF, welches in den Riesenzellen gebildet wird,
und auch durch Proliferin wird die Vaskulogenese im Labyrinthsystem vorangetrieben
89
3. Signaltransduktion in WT- und α2-KO-Geweben
α2-Rezeptoren vermögen eine Palette von Signalwegen zu beeinflussen: die cAMPBildung über eine Hemmung der Adenylatcyclase, die Aktivierung von ERK1/2, den
Calciumeinstrom durch eine verminderte Offenwahrscheinlichkeit spannungsgesteuerter Kanäle und die Öffnung von Kaliumkanälen. Die letzteren beiden Signalwege ließen sich nur äußerst schwierig untersuchen, weil dafür die Kultur von Zellen
aus Dottersack und Plazenta hätte etabliert werden müssen. Das gelang leider nicht.
Daher wurden nur Experimente mit ganzen Organen durchgeführt und diese nur
bezüglich der anderen beiden Signalwege. Außerdem wurde von der Untersuchung
der Embryonen weitgehend abgesehen, weil diese keine offensichtlichen Schäden
aufwiesen und bereits die Catecholaminbestimmung zeigte, dass die Signaltransduktion
in α2BAC-KOs nur unwesentlich beeinträchtigt sein konnte. Die nähere Analyse der
ERK1/2-Signalkaskade schien insofern nahe zu liegen, da der beobachtete plazentare
Phänotyp der α2BAC-KO-Embryonen dem von einigen KOs für Proteine aus dieser
Kaskade entsprach, nämlich c-Raf, Sos und Mek1 und einer Punktmutante von Grb2
(Giroux et al., 1999; Mikula et al., 2001; Qian et al., 2000; Saxton et al., 2001; Wojnowski
et al., 1998). Western Blots mit stimulierten WT-Dottersäcken zeigten, dass α2-
Diskussion
(Voss et al., 2000), wohingegen vom Spongiotrophoblasten ausgeschüttetes Proliferinverwandtes Protein (Prlr) und der lösliche VEGF-Rezeptor Flt die Einwanderung von
mütterlichen Gefäßen regulieren (He et al., 1999; Jackson et al., 1994; Linzer et al.,
1985). Auf diese Art befinden sich im embryonalen Teil der Plazenta nur Lakunen
mütterlichen Blutes und keine vollwertigen Gefäße, aus denen die Diffusion schwieriger
wäre. Darüber hinaus bewirken Adrenomedullin und NO, dass sich die mütterlichen
Gefäße weiten, und setzen damit den Strömungswiderstand in der Plazenta herab
(Gagioti et al., 2000; Montuenga et al., 1997). Möglich wird dies durch die Invasivität
der Riesenzellen, die am Rande des embryonalen Teils der Plazenta die Endothelzellen
der maternalen Gefäße ersetzen. Die in situ-Hybridisierung gegen die mRNS vom
murinen plazentaren Lactogen 1 (mPL1), das von den Riesenzellen gebildet wird (Hall
et al., 1984; Nieder et al., 1990) und im Organismus der Mutter einen Angleich des
Glucosestoffwechsels an die Schwangerschaft auslöst, ließ deutlich erkennen, dass
diese in α2BAC-KO-Plazenten ebenso wie WT- oder α2AC-KO-Plazenten vorhanden
waren. Desgleichen die Spongiotrophoblastschicht, die mithilfe des für diese spezifischen Trophoblastmarkers 4311 nachgewiesen wurde (Lescisin et al., 1988). Das
machte deutlich, dass nicht ganze Zelltypen aufgrund einer mangelhaften Entwicklung
fehlen, sondern dass sie möglicherweise in ihrer Funktion eingeschränkt sind.
90
Diskussion
Rezeptoren sehr wohl die Phosphorylierung von ERK1/2 initiieren können. Ein Effekt,
der in α2BAC-KO-Dottersäcken nicht mehr nachweisbar war. Das gleiche war auch in
kultivierten Plazentaschnitten möglich, nachdem diese stimuliert wurden. Obgleich
ERK1/2 in der Plazenta ubiquitär exprimiert wird, ließ es sich doch nur in Riesenzellen
und Spongiotrophoblastzellen in seiner phosphorylierten Form nach α2-Stimulation
nachweisen. Dass ERK1/2 dort nicht nur phosphoryliert, sondern auch aktiviert wurde,
konnte damit belegt werden, dass es in den Zellkern transloziert wurde, wo es Transkriptionsfaktoren aktivieren kann. Diese Translokalisation von Phospho-ERK1/2 wurde
für α2-Rezeptoren bisher nur in Zellen gezeigt (Cussac et al., 2002). Dies hier ist
(neben der generellen Lokalisation von ERK1/2) der erste Beweis für Gewebe. Wenn
nun α2-Rezeptoren ERK1/2 in Dottersack und Plazenta spezifisch aktivieren können,
sollte Phospho-ERK1/2 in α2ABC-KO-Gewebe herunterreguliert sein. Dies war auch
der Fall. Verglichen mit α2AC-KO-Gewebe war in der Plazenta von α2ABC-KO-Embryonen
ERK1/2 um mehr als 30 % weniger phosphoryliert und im Dottersack war praktisch
kein Phospho-ERK1/2 mehr vorhanden. Der große Unterschied zwischen Dottersack
und Plazenta läßt sich wohl damit erklären, dass die Plazenta höchstens zur Hälfte
aus embryonalem und damit aus α2ABC-KO-Gewebe besteht, so dass im mütterlichen
Teil noch immer die Signalkaskade bis zur Phosphorylierung uneingeschränkt stattfinden kann. Andere MAP-Kinasen schienen unbeeinträchtigt zu sein, da Western Blots
für die phosphorylierte Form von p38 MAPK keinen Unterschied zwischen α2AC-KOund α2ABC-KO-Gewebe zeigten. Dies ist auch konsistent mit dem Phänotyp der KOs
der anderen MAP-Kinasen, die sich entweder in einem schweren Herzfehler bzw. in
neurologischen Defekten äußerten (Kuan et al., 1999; Mudgett et al., 2000; Regan et
al., 2002). Es bleibt aber die phänotypische Übereinstimmung mit den KOs für Proteine
aus dem ERK1/2-Signalweg. Auch bei diesen ist die ERK-Aktivierung basal verringert
und bleibt es nach Stimulierung mit Wachstumsfaktoren, wenn auch diese in der
Literatur beschriebenen Versuche in der Regel mit Zellen nachgewiesen wurden und
nicht, wie im Fall der α2ABC-KOs mit den entsprechenden, geschädigten Organen
(Mikula et al., 2001; Qian et al., 2000; Saxton et al., 2001). Dass bei diesen KOs
häufig noch ERK1/2-Phosphorylierung gesehen werden konnte, liegt daran, dass meist
ein anderer Baustein der Kaskade das Fehlen eines anderen bis zu einem gewissen
Grade kompensieren kann, wie zum Beispiel A- und B-raf im Falle des C-raf-KOs. Die
ERK1-KO-Maus selbst besitzt zwar einen Phänotyp (Mazzucchelli et al., 2002), es ist
jedoch nichts über einen ERK2-KO oder gar einen Doppel-KO und eine mögliche
embryonale Letalität bekannt. Um deshalb zu verdeutlichen, dass die ERK1/2Phosphorylierung den einzig relevanten Signalweg im Zusammenhang mit der α2ABCKO-Letalität darstellt, wurden Messungen der basalen cAMP-Konzentration durchgeführt. An sich war eine Erhöhung der intrazellulären cAMP-Konzentration zu erwarten,
91
da der Grad der Hemmung der Adenylatcyclase durch das Fehlen aller drei α2Rezeptoren drastisch gesunken sein müßte. Es konnten jedoch keine Unterschiede
zwischen den einzelnen Genotypen in Plazenta und Dottersack und ebenso wenig in
Embryos beobachtet werden (Daten nicht gezeigt). Die Homöostase der cAMP-Konzentration in den beiden extraembryonalen Organen ist also nicht zwingend durch α2Rezeptoren bedingt. Damit bleibt die α2-vermittelte ERK-Aktivierung der molekularbiologisch wichtigste Signalweg, der über die Aktivierung von Transkriptionsfaktoren
in den Riesenzellen möglicherweise die Bildung von Wachstums- und Angiogenesefaktoren initiiert und damit die Ausbildung des lebenswichtigen Labyrinthsystems. Nicht
zuletzt wegen ihrer Lokalisation an der Schnittstelle zwischen mütterlichem und
embryonalem Gewebe stellen α2-Rezeptoren somit eine Brückenfunktion zwischen
Mutter und Embryo während der Entwicklung dar.
α2
Src
Raf
Ras
Diskussion
Gi
P
P
GTP
Shc
Sos
Grb2
P
P
MEK
P
Angiogene
Faktoren
ERK1/2
P
P
P
P
Abb. 39: α2-Rezeptoren sind essentiell für die ERK1/2-Aktivierung an
der Bindestelle zwischen Mutter und Embryo und kontrollieren so die Entwicklung eines suffizienten Gefäßsystems.
Der wichtigste α2-Rezeptor in diesem Fall ist wohl der α2B-Rezeptor, da sich dieser
nicht nur durch seine subzelluäre Lokalisation von den anderen beiden abgrenzt, sondern auch der Rezeptorsubtyp ist, der hauptsächlich in der murinen Plazenta exprimiert
wird. Dies wirft jedoch die Frage auf, ob die verminderte Zahl der Nachkommen bei
α2B-KO-Mäusen ebenfalls durch einen extraembryonalen Entwicklungsdefekt begründet
liegt. So lange die α2B-Deletion in einen gemischten genetischen Hintergrund eingebettet ist, ist sie nur partiell vorhanden. Jedoch nimmt sie mit steigender Zahl der
92
Diskussion
Rückkreuzungen auf einen einheitlichen genetischen Hintergrund zu. Die histologische
Untersuchung von Plazentaschnitten eines α2B-KO-Embryos (Tag E10,5), der aus einer
doppelt heterozygoten Verpaarung aus der sechsten Rückkreuzungsgeneration auf
C57BL76J hervorging, legte den Verdacht nahe, dass derα2B-KO kongen bedingt durch
einen plazentaren Phänotyp embryonal stirbt (nicht gezeigt). Damit würde die Deletion
eines α2-Rezeptors, nämlich des wichtigsten α2-Rezeptors in der Plazenta ausreichen,
um eine embryonale Letalität hervorzurufen. Im Falle der α2ABC-KOs scheinen jedoch
drei α2-Rezeptoren für die embryonale Letalität verantwortlich zu sein, da sowohl α2ABKOs als auch α2BC-KOs generiert werden konnten. Man kann aber mutmaßen, dass
wohl α2B-Rezeptoren einen embryonalen Mangel bei α2AC-KOs kompensieren können
und α2C-Rezeptoren den von α2AB-KOs, nicht jedoch α2A-Rezeptoren zuverlässig den
von α2BC-KOs, da diese ebenfalls nur in einer stark verminderten Anzahl geboren werden. Das würde bedeuten, dass nicht nur der α2B-Rezeptor maßgeblich an der Embryonalentwicklung beteiligt ist, sondern auch der α2C-Rezeptor. Dies gilt aber nur auf
einem gemischten genetischen Hintergrund. In der Literatur existieren mehrere
Beispiele dafür, dass der genetische Hintergrund eine wichtige Rolle für den Phänotyp
spielt. So ist der Zeitpunkt der embryonalen Letalität der C-Raf-KOs stark abhängig
vom Mausinzuchtstamm (Wojnowski et al., 1998). Bei TGFβ1-KOs tritt sogar ein
ähnliches Phänomen wie bei den nicht zurückgekreuzten α2B-KOs auf: Hier variiert
das Ausmaß der genetischen Letalität in Abhängigkeit vom genetischen Hintergrund
und nimmt mit zunehmendem Anteil von C57BL/6-Genen zu, was auf das Vorhandensein von sogenannten modifizierenden Genen zurückgeführt wurde (Kallapur et al.,
1999). Dieses hohe Maß an phänotypischer Variation führte dazu, dass Richtlinien für
das Arbeiten mit genetisch manipulierten Mäusen festgelegt wurden: Demnach sind
Mauslinien vorzuziehen, die auf einen Mausinzuchtstamm zurückgekreuzt wurden,
der in den Laboratorien allgemein verbreitet ist (Banbury Conference on Genetic
Background in Mice, 1997). Jedoch darf nicht außer acht gelassen werden, dass selbst
nach 12 Generationen Rückkreuzung noch immer 1 % des ursprünglichen ES-ZellGenoms in den genetisch manipulierten Mäusen vorhanden sein kann, was immerhin
einer Anzahl von ungefähr 300 Genen entspricht (Gerlai, 1996). Damit können trotzdem
modifizierende Gene übrig bleiben, die das mutierte Gen flankieren und auf diese Art
beträchtlich den Phänotyp beeinflussen können. Die Versuche in dieser Arbeit wurden
nur mit KO-Mäusen durchgeführt, die einen gemischten genetischen Hintergrund ihr
eigen nennen. Die Tatsache, dass die α2-Rezeptor-bedingte embryonale Letalität auf
gemischtem genetischem Hintergrund bei α2B-KOs nur partiell und nur bei vollständiger
α2-Deletion zu einer kompletten Penetranz führt, kongen jedoch wieder fast vollständig
zu sein scheint, stellt keineswegs die voher getroffenen Ergebnisse und Aussagen in
Frage, sondern zeigt nur, dass mögliche modifizierenden Gene aus dem Inzuchtstamm
93
der ES-Zelle auch im Falle von bei α2-KO-Mäusen modulierend wirken und die Funktion
der verbliebenen α2-Rezeptoren beeinflussen können. Unabhängig vom genetischen
Hintergrund bleibt aber der Befund, dass der α2B-Rezeptor der wichtigste α2-Rezeptor
in der murinen Plazenta ist und die α2-Rezeptor-vermittelte ERK1/2-Phosphorylierung
wohl eine hohe Relevanz für die normale Embryonalentwicklung aufweist.
Wechselwirkung von α2-Rezeptoren und Rezeptor-Tyrosinkinasen
Viele Wissenschaftler auf dem Gebiet der MAP-Kinasen postulieren eine Wechselwirkung zwischen RTKs und GPCRs. Dafür gibt es im großen und ganzen drei Modelle:
1. Nach Aktivierung bilden die zur Dimerisierung neigenden RTKs Heterodimere mit
den GPCRS (Alderton et al., 2001). Diese Heterodimerisierung wird als Voraussetzung
für eine Signalweiterleitung in Richtung MAP-Kinase angesehen. Ein zweites Modell
erklärt die G-Proteine als essentiell (Luttrell et al., 1990), die vom aktiven GPCR in
Richtung Effektor entlassen werden. Dem gegenüber stehen die Verteidiger der Transaktivierungstheorie (Prenzel et al., 1999), die der Meinung sind, dass die Interaktion
nicht direkt ist, sondern vom GPCR eine Signalkaskade aktiviert wird, die zur Sekretion
eines Botenstoffs in den Extrazellularraum führt. Dadurch löst eine Matrixmetalloproteinase einen membrangebundenen Wachstumsfaktor von der Zelloberfläche, der
den Wachstumsfaktorrezeptor stimuliert. Das Signal geht also über einen G-Proteingekoppelten Rezeptor erst in die Zelle, dann wieder hinaus, um schlußendlich über
den klassischen Weg wieder in die Zelle hineingeleitet die MAP-Kinase zu aktivieren
(siehe Abbildung 39). Welcher Weg nun der einzig richtige ist oder ob es den einen
wahren Weg gibt, ist noch nicht vollends geklärt. Möglicherweise variiert je nach Zelltyp
und Rezeptor die Art der Interaktion. Es gibt aber zumindest für α2-Rezeptoren Hinweise,
dass die MAP-Kinase-Phosphorylierung über eine Transaktivierung vonstatten geht
(Cussac et al., 2002).
Für die Untersuchungen der Wechselwirkung RTK–α2-Rezeptor wurde zum einen der
α2B-Rezeptor gewählt, da er der dominante α2-Subtyp in der Plazenta zu sein scheint
und das zusätzliche Fehlen von diesem zur embryonalen Letalität führte. Zum anderen
wurde der PDGF-Rezeptor β ausgesucht, da dieser und auch PDGF in der Plazenta
gebildet werden und eine Rolle in der Vaskularisierung spielen. PDGF stellt einen
mitogenen Faktor für Fibroblasten, glatte Muskelzellen und Gliazellen dar und wird
unter anderem in Endothelzellen und in Trophoblastzellen der Plazenta produziert
(Ohlsson et al., 1999). Es bildet einen Homo- oder Heterodimer aus A- und B-Kette,
der die Dimerisierung des Rezeptor bewirkt. Die PDGF-B-KO-Maus weist Labyrinthschäden mit dilatierten embryonalen Gefäßen und einer verminderten Anzahl von
Diskussion
4
94
Trophoblastzellen auf (Leveen et al., 1994; Soriano et al., 1994). Dies entspricht dem
Defekt der α2ABC-KO-Embryos, jedoch wird er erst ab Tag E13,5 offensichtlich. Unter
der Voraussetzung, dass diese RTK möglicherweise einen Gi-Protein-gekoppelten
Rezeptor für die Signalweiterleitung benötigt, erscheint es nicht weiter erstaunlich,
dass beim Fehlen des Liganden schwerwiegende Entwicklungsschäden erst so spät
aufkommen, denn bis dahin können ja noch immer die unbeeinflußten GPCRs MAPKinasen aktivieren und das Fehlen kompensieren bzw. andere Gi-gekoppelte Rezeptoren mit dem PDGF-Rezeptor interagieren.
1
2
3
Gi
P
P
Dimerisierung
P
P
P
Transaktivierung
γ
P
P
P
P
P
G-Protein-Interaktion
Abb. 40: Schematische Darstellung der möglichen Interaktionen von
GPCRs und RTKs. (1) Modell der Dimerisierung, (2) Transaktivierungsschema, (3) Wechselwirkung, bei der der GPCR sein G-Protein als
Interaktionspartner bereitstellt.
Diskussion
P
P
β
PDGF-Rezeptoren können über eine Transaktivierung von Dopamin-Rezeptoren die
ERK1/2-Phosphorylierung initiieren (Oak et al., 2001). Der α2B-Rezeptor vermag diese
Aktivierung über EGF-Rezeptoren zu bewirken (Cussac et al., 2002). Um nun eine
mögliche Beeinflussung des PDGF-Rezeptors durch α2-Rezeptoren zu eruieren,
wurden zu Beginn Zellkulturversuche mit transient transfizierten Zellen durchgeführt.
Sowohl durch Agonist-vermittelte Stimulation des PDGFβ-Rezeptors als auch des α2BRezeptors konnten innerhalb von 5 bis 10 Minuten gut detektierbare ERK1/2-Phosphorylierungen erreicht werden. Die Stimulation von cotransfizierten Zellen zeigte einen
überadditiven Effekt bei gleichzeitiger Stimulation mit dem α2-Agonisten UK14304 und
PDGF-BB, der auf eine Interaktion der beiden Rezeptoren hinwies. Dies konnte auch
mit kultivierten WT-Dottersäcken gezeigt werden, womit eine physiologische Relevanz dieser Wechselwirkung belegt wurde. Auch für die Riesenzellen der Plazenta
scheinen solche Interaktionen von Bedeutung zu sein, da berichtet wurde, dass IGF
II, ein RTK-Ligand, Gi-abhängig die Migration der Riesezellen bedingt (McKinnon et
95
al., 2001). Der Befund, dass die gleichzeitige Stimulation von endogenen α2B- und
PDGF-Rezeptoren in WT-Dottersäcken zu einer ERK-Phosphorylierung führt, die die
Summe der Phosphorylierung bedingt durch Einzelstimulation übersteigt, bedeutet
zusammen mit dem kompletten Fehlen der ERK-Phosphorylierung inα2ABC-KODottersäcken den Beweis für die lebenswichtige Wechselwirkung zwischen GPCR
und RTK. Der Mechanismus konnte mithilfe von Dottersäcken der α2ABC-KO-Embryos
teilweise aufgeklärt werden und stellt wohl eine Transaktivierung von RTKs durch α2Rezeptoren dar. Diese Versuche sind der wohl erste Beleg für die physiologische
Bedeutung der Transaktivierung von RTKs durch GPCRs im Rahmen der Embryonalentwicklung. Bisherige Transaktivierungsexperimente wurden allenfalls mit Zellen aus
Tumoren oder der Niere durchgeführt (Cussac et al., 2002; Prenzel et al.,1999), aber
nie mit ganzen Organen, die darüber hinaus noch im Fall der Dottersäcke einen
wichtigen Beitrag zum Überleben während der Embryonalphase leisten.
Relevanz der erbrachten Befunde für die menschliche Embryonalentwicklung
Zwischen der Plazenta der Maus und der des Menschen gibt es einige Unterschiede,
wobei der größte Unterschied in ihrem Aufbau besteht. Während die Maus-Plazenta
sandwichartig strukturiert erscheint, wirkt die humane bedingt durch die größere
Invasivität der den Riesenzellen analogen extravillösen Trophoblastzellen als seien
mütterlicher und embryonaler Part enger und über eine weitere Strecke miteinander
verflochten (Duc-Goiran et al., 1999). Dem Spongiotrophoblast, wie er in der murinen
Plazenta vorkommt, entspricht der Säulencytotrophoblast im Menschen. Außerdem
sind die embryonalen Gefäße beim Menschen nicht wie bei der Maus von drei
Trophoblastzellschichten umgeben, sondern nur von zweien. Daneben weichen die
Paletten sezernierter Substanzen ein wenig voneinander ab. Aber nichtsdestotrotz
gehören beide Plazenten zum hämochorialen Typ, bei dem Trophoblastzellen direkten
Kontakt zum mütterlichen Blut haben. Somit bleiben Befunde, die mithilfe vom Mäusen
erstellt wurden, durchaus auf den Menschen übertragbar, zumal die menschliche
Plazenta ebenfalls α2-Rezeptoren exprimiert. Die Plazentaentwicklung stellt einen
essentiellen Schritt im Laufe der menschlichen Embryonalentwicklung dar, der bei
fehlerhaftem Ablauf zu einem plötzlichen Abort führen kann. Allerdings gibt es (außer
im Tierversuch) nur wenige Erkenntnisse über die Auswirkungen von Arzneimitteln auf
die Entwicklung während der ersten drei Schwangerschaftsmonate. Viele Pharmaka
werden daher aus Scheu, sie könnten sich nachteilig auf den Verlauf der Schwangeschaft auswirken, nicht während dieser eingesetzt. Nur bei wenigen wurde bislang der
Schaden durch die Verabreichung so deutlich wie beim Thalidomid infolge des
Diskussion
5
96
Anhand der vorliegenden Arbeit konnte gezeigt werden, dass das Fehlen aller α2Rezeptoren zum intrauterinen Tod von Mäusen mit gemischtem genetischem Hintergrund führt. Diese embryonale Letalität ist bedingt durch eine unzureichende Vaskularisierung im Dottersack und innerhalb des Labyrinthsystems der Plazenta. Eben
diese beiden extraembryonalen Organe sichern die Versorgung des Embryos mit Gasen
und Nährstoffen, die aus dem mütterlichen Blut in das embryonale gelangen. Dabei ist
der α2B-Rezeptor derjenige von den drei α2-Rezeptoren, der in der größten Menge in
der Plazenta exprimiert wird. Der Entwicklungsdefekt im Rahmen der Vaskularisierung
scheint durch einen Ausfall der Signaltransduktion in Richtung der MAP-Kinasen zu
entstehen und daraus folgend dem Verlust der Produktion wichtiger Faktoren für die
Angio- und Vaskulogenese. Diese Faktoren wurden nicht näher untersucht. Um dem
nachzugehen, wären halbquantitative RT-PCR-Experimente denkbar, die VEGF,
Proliferin und andere Stoffe in der Art erfassen oder in situ-Hybridisierungen bzw.
Diskussion
Conterganskandals (Newman, 1977). Da es jedoch überaus unethisch ist, Versuche
dahingehend am Menschen durchzuführen, bleiben als einzige Alternative Beobachtungen am Tier. Mithilfe der Tierversuche hat sich herausgestellt, dass Pharmaka,
deren Zielstruktur α2-Rezeptoren sind, zu späteren Stadien der Embryonalentwicklung
keine Gefahr darstellen. Die in dieser Arbeit erbrachten Befunde legen jedoch den
Verdacht nahe, dass eine solche Medikation im ersten Trimenon der Schwangerschaft
zu ernsthaften Beeinträchtigungen führen könnte. Ebenso birgt die Behandlung mit
RTK-Hemmern große Gefahren. Im Tierversuch wurde eine teratogene Wirkung des
Tyrosinkinasehemmers Imatinib aufgedeckt (Produktinformation der Firma Novartis
zu Glivec®, 2002), der EGF- und PDGF-Rezeptoren in ihrer Funktion inhibiert
(Buchdunger , 2000). Damit bleibt abschließend zu sagen, dass α2-Rezeptoren, nicht
zuletzt wegen einer wahrscheinlichen Interaktion mit Rezeptortyrosinkinasen, eine
wichtige Funktion während der Embryonalentwicklung spielen. Aufgrund ihrer
Lokalisation zwischen mütterlichem und embryonalem Gewebe in der murinen Plazenta
muß ihnen eine Brückenfunktion während der Embryonalentwicklung zugesprochen
werden.
Western Blot-Analysen, sofern geeignete Antikörper erhältlich sind. Ein Ansatz, um
den Befund zu stützen, dass α2-Rezeptoren dies durch den MAP-Kinase-Weg in den
Riesenzellen bedingen, wären transgene Mäuse, die zelltypspezifisch eine konstitutiv
aktive Mutante von Mek1 exprimieren. Durch Einkreuzen dieser Mäuse in die α2ABCKO-Mäuse sollten diese wieder lebensfähig sein. Noch schöner wäre in diesem
Zusammenhang, wenn diese Mek1-Mutante zelltypspezifisch überexprimiert wäre oder
zu bestimmten Zeitpunkten der Expression „angeschaltet“ werden könnte. Um der
Interaktion zwischen α2B- und PDGF-Rezeptorenwährend der Embryonalentwicklung
97
Diskussion
weiter auf den Grund zu gehen, wären Experimente denkbar, in denen Pertussistoxin
als Inhibitor von Gi-Proteinen eingesetzt wird. Wenn neben der Transaktivierung wirklich
eine Bereitstellung des G-Proteins vonnöten ist, sollte eine nachfolgende Stimulation
von PDGF-Rezeptoren nur noch zu einer stark abgeschwächten Phosphorylierung
von ERK1/2 führen. Außerdem könnte möglicherweise ein Komplex aus RTK und GProtein nachweisbar sein. Um dem Mechanismus der Transaktivierung weiter
nachzugehen, sollten ebenfalls Kontrollexperimente mit Pertussistoxin und mit Inhibitoren für verschiedene RTKs durchgeführt werden, um auf diese Art den angiogenen
Faktor zu isolieren. Darüber hinaus wäre eine Übertragung auf die humane Plazentaentwicklung wünschenswert, so weit dies mit Gewebeproben von Abtreibungen und
von plötzlichen Aborten möglich wäre. Dies könnte möglicherweise Hilfestellung leisten
bei der Beantwortung der Frage, welche Rolle α2-Rezeptoren vor allem in Plazenta
und Dottersack während der Schwangerschaft spielen und inwiefern die Behandlung
von Schwangeren mit Medikamenten, die α2-Rezeptoren als Angriffsorte benutzen,
eine Gefahr für das ungeborene Kind darstellen.
98
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112
A
Abb.
ABC
APS
Bp
BES
BM-Purple
BSA
C
C57BL/6J
CaCl2
Ca3(PO4)2
cAMP
cDNS
CHAPS
CHCl3
(CH3COO)Na
CO2
cpm
DBA/2J
DEPC
DHBA
DMEM
DMSO
DNase
DNS
dNTP
DTT
E10,5
E. coli
EDTA
1) Ampere 2) Adenosintriphosphat
Abbildung
Avidin-Biotinylierte Meerrettich-Peroxidase-Komplex
Ammoniumperoxodisulfat
Basenpaar
N,N´-Bis(2-hydroxyethyl)-2-aminoethansulfonsäure
chromogenes alkalisches Phosphatase-Substrat
Bovines Serum Albumin
Cytosintriphosphat
Mausinzuchtstamm mit schwarzem Fell
Calciumchlorid
Calciumphosphat
cyclisches Adenosinmonophosphat
codierende DNS
3-[(3-Cholamidopropyl)dimethylammonio]-1-propansulfonat
Chloroform
Natriumacetat
Kohlendioxid
radioaktive Zerfälle pro Minute
Mausinzuchtstamm mit weißem Fell
Diethylpyrocarbonat
4,6-Dihydroxybenzylamin-Hydrobromid
Dulbecco´s Modified Eagle´s Medium
Dimethylsulfoxid
Desoxyribonuklease
Desoxyribonukleinsäure Eagle´s Medium
Desoxyribonukleotide
Dithiothreitol
Tag 10,5 der Embryonalentwicklung
Eschericchia coli
Ethylendiamintetraessigsäure
Abkürzungen
VII. Abkürzungsverzeichnis
113
ERK
EtOH abs.
FCS
G
g
GPCR
h
HClO4
HEK
Hepes
HPLC
IBMX
IgG
K3[Fe(CN)6]
K4[Fe(CN)6]
Kb
KCl
kDa
KO
KOH
l
λ
LB-Medium
M
µg
MgCl2
MgSO4
min
MOPS
M/V
n
NaCl
NaF
Na2HPO4 • 2 H2O
NaN3
Ethylenglykol-bis(2-aminomethylether)-N, N, N´, N´-tetraessigsäure
Endogen reguliertes Signal-Kinase
absolutes Ethanol
Fetal Calf Serum, Fötales Kälberserum
Guanosintriphosphat
1) Erdbeschleunigung 2) Gramm
G-Protein gekoppelter Rezeptor
Stunde
Perchlorsäure
„Human Embryonic Kidney“ (Menschliche, embryonale Niere)
N-(2-Hydroxyethyl)piperazin- N´-2-ethansulfonsäure
„High Performance Liquid Chromatography“ (Hochdruckflüssigkeitschromatographie)
3-Isobutyl-1-methylxanthin
Immunglobulin G
Kaliumhexacyanoferrat(III)
Kaliumhexacyanoferrat(II)
Kilobasenpaar
Kaliumchlorid
KiloDalton
„Knock-Out“
Kaliumhydroxid
Liter
Wellenlänge
Medium zur Kultur von Bakterien nach Luria und Bertani
mol/Liter
Mikrogramm
Magnesiumchlorid
Magnesiumsulfat
Minute
3-(Morpholino)propansulfonsäure
Masse pro Volumen
Anzahl
Natriumchlorid
Natriumfluorid
Dinatriumhydrogenphosphat-Dihydrat
Natriumazid
Abkürzungen
EGTA
114
PEG
phosphoERK
PMSF
PVDF
RNase
RNasin
RNS
RPMI 1640
RT
RTK
s
SDS
SEM
SPF
T
TAE
TEMED
Tm
Tris
tRNS
Tween 20
U
UK14304
Natriumpyrophosphat
Natriumvanadat
Nonidet-P40, Detergens
Signifikanzwert
Phosphat-gepufferte Salzlösung
„Polymerase Chain Reaction“ (Polymerase-Ketten-Reaktion)
„Platelet Derived Growth Factor“ (von Blutplättchen gebildeter Wachstumsfaktor)
Polyethylenglykol
phosphorylierte Form der Endogen reguliertes Signal-Kinase
Phenylmethylsulfonylfluorid
Polyvinyldifluorid
Ribonuklease
RNase-Inhibitor
Ribonukleinsäure
Medium zur Primärkultur von Zellen und Geweben
Reverse Transkriptase
Rezeptor-Tyrosinkinase
Sekunde
Natriumdodecylsulfat
mittlere Standardabweichung
„specific pathogen free“, Pathogen-freie Maushaltung
Thymidintriphosphat
Tris-Acetat-Puffer
N, N, N´, N´-Tetramethylethylendiamin
Hybridisierungstemperatur
Tris-(hydroxymethyl)-aminomethan
Transferribonukleinsäure
Polyethylen-sorbitan-monolaureat
Unit, Einheit
Brimonidin, α2-Rezeptoragonist
UV
V
V/V
WT
Ultraviolett
Volt
Volumen pro Volumen
Wildtyp
Abkürzungen
Na2P4O7
Na3VO4
NP-40
p
PBS
PCR
PDGF-BB
115
Lebenslauf
Persönliche Daten
Name
Geburtsdatum
Geburtsort
Staatsangehörigkeit
Familienstand
Melanie Karin Philipp
30.12.1974
Coburg
deutsch
ledig
1981-1985
Volksschule Grub am Forst
1985-1994
Gymnasium Albertinum, Coburg
Abschluß: Abitur
1994-1998
Studium der Pharmazie an der Julius-MaximiliansUniversität Würzburg
Abschluß: 2. Staatsexamen
1998-1999
Praktisches Jahr, davon:
6 Monate bei Heumann Pharma GmbH, Nürnberg
6 Monate in Apotheke Scheuerfeld, Coburg
Abschluß: 3. Staatsexamen
Dez. 1999
Approbation zum Apotheker
seit Jan. 2000
Promotion im Institut für Pharmakologie und Toxikologie
der Julius-Maximilians-Universität Würzburg (Vorstand:
Prof. Dr. med. Martin J. Lohse)
Fachgebiet:Rezeptorpharmakologie
Lebenslauf
Ausbildung
116
Bisherige Publikationen und Kongreßbeiträge
Teile der in dieser Arbeit dargestellten Ergebnisse wurden bereits veröffentlicht.
Originalarbeiten:
Bünemann M, Bücheler MM, Philipp M, Lohse MJ und Hein L (2001) Activation and
deactivation kinetics of α2A- and α2C-adrenergic receptor-activated G-protein-activated
inwardly rectifying K+ channel currents. J Biol Chem , 276: 47512-47517
Philipp M, Brede ME, Hadamek K, Gessler M, Lohse MJ und Hein L (2002) Placental
α2-adrenoceptors control vascular development at the interface between mother and
embryo. Nat Genet, 31: 311-315
Übersichtsarbeit:
Philipp M, Brede ME and Hein L (2002) Physiological significance of α2-adrenergic
receptor subtype diversity: one receptor is not enough. Am J Physiol Regul Integr
Comp Physiol, 283: R287-95
Kongreßbeiträge:
Posterpräsentation während des Symposiums „Transgenic Mouse Models in
Pharmacology: Advances in Generation and Phenotyping“ auf Schloß Rauischholzhausen, Marburg 2002:
Lebenslauf
Vortrag bei der 43. Frühjahrstagung der Deutschen Gesellschaft für experimentelle
und klinische Pharmakologie und Toxikologie in Mainz 2002:
Philipp M, Hadamek K, Brede ME, Lohse MJ und Hein L (2002) Mitogen-activated
protein kinase activation by α2-adrenergic receptors is essential for mouse
placental development. Naunyn-Schmiedebergs Arch Pharmacol, 365, R26.
117
Philipp M, Brede M, Hadamek K, Gessler M, Lohse MJ und Hein L (2002) Embryonic
lethality of knock out mice: Insights into signalling of α2-adrenergic receptors.
Lebenslauf
Posterpräsentation bei „Pharmacology of Adrenoceptors/The 2nd Annual ASPET GProtein-Coupled Receptor Symposium“ im Rahmen des IUPHAR XIVth World Congress
of Pharmacology, Kalifornien 2002:
Philipp M, Hadamek K, Brede ME, Gessler M, Lohse MJ und Hein L (2002) α2Adrenergic receptors are esssential for extracellular-signal-regulated kinase activation
during murine placentogenesis. Recept. Channels, 8,129.
118
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