Wissenschaftliche Hausarbeit
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Wissenschaftliche Hausarbeit zur Ersten Staatsprüfung für das Lehramt an Gymnasien im Fach Biologie Untersuchungen zur infragenerischen Variabilität von Carotinoiden in der Gattung Rosa vorgelegt von: Hänniger, Sabine geb. am 09.07.1980 in Heilbad Heiligenstadt Gutachter: 1. PD Dr. Volker Böhm 2. Prof. Dr. Volker Wissemann Danksagung Mein persönlicher Dank Ich möchte mich bei meinen Betreuern Dr. Böhm und Dr. Wissemann für die Vergabe und Betreuung dieses interessanten Themas bedanken. Sicher komme ich in meiner weiteren Lehramtsausbildung und Lehrer-Dasein nicht mehr in den Genuss, forschend tätig zu sein. Die Arbeit stellte eine tolle Möglichkeit dar, etwas völlig Neues kennen zu lernen und etwas zu tun, für das sich nicht so bald wieder eine Möglichkeit bieten wird. So war ich einmal dabei, wenn Wissen entsteht, bevor ich „nur noch“ Wissen vermittele. Herrn Wissemann möchte ich darüber hinaus für das Sammeln der Hagebutten, die Bereitstellung der Literatur und die große Hilfe bei der phylogenetischen Auswertung danken. Ein besonderer Dank gilt auch Juliane Hohbein. Sie hast mich in die Methoden eingewiesen, hat viel Geduld bewiesen (besonders an den ersten Tagen im Labor) und hatte auf jede meiner Fragen eine Antwort. Einige meiner Proben wurden von ihr aufbereitet und gemessen und alle Chromatogramme von ihr integriert. Ohne sie hätte es nicht funktioniert! Vielen vielen Dank! Auch einen herzlichen Dank an die fleißigen Hände aus der AG Bioaktive Pflanzenstoffe, die die Proben entkernt und enthaart haben und immer ein offenes Ohr und ein Lächeln für mich hatten. Für das Bereitstellen der Hagebutten bedanke ich mich beim Europa-Rosarium Sangerhausen, dem Neuen Botanischen Garten in Göttingen und dem Botanischen Garten in Jena. Großen Dank möchte ich auch an meine Eltern Christa und Peter Hänniger richten. Vielen Dank für Eure Unterstützung mit Rat, Tat und Finanzierung, ohne die mein Studium und diese Examensarbeit nicht möglich gewesen wären!! Auch möchte ich Euch für die Liebe zur Natur und zur Biologie danken, die in Eurer Erziehung Ihren Anfang nahm. Meinem Freund Steffen möchte ich sehr danken, dass er mir den Rücken freigehalten hat, während ich an dieser Arbeit schrieb. Danke fürs Bekochen, Trösten und Korrekturlesen und natürlich auch für das Ansagen endlos scheinender Zahlenkolonnen. Ohne Dich wäre mir Vieles schwerer gefallen. Inhaltsverzeichnis I Inhaltsverzeichnis Inhaltsverzeichnis I Tabellenverzeichnis III Abbildungsverzeichnis IV Abkürzungsverzeichnis VI 1 Einleitung 1 2 Theoretische Grundlagen 2 2.1 Die Wildrosen 2 2.1.1 Allgemeines 2 2.1.2 Die analysierten Arten im Einzelnen 5 2.1.2.1 Subgenus Hulthemia 5 2.1.2.2 Subgenus Rosa 6 2.1.2.2.1 Sektion Pimpinellifoliae 6 2.1.2.2.2 Sektion Caninae 7 2.1.2.2.3 Sektion Carolinae 13 2.1.2.2.4 Sektion Cinnamomeae 14 2.1.2.2.3 Sektion Synstylae 20 2.1.2.3 Subgenus Platyrhodon 23 2.1.2.4 Subgenus Hesperhodos 24 2.2 Die Carotinoide 26 2.2.1 Vorkommen und Funktion 26 2.2.2 Chemie und Struktur 27 2.2.3 Die Carotinoide im Einzelnen 28 2.2.3.1 Carotine 28 2.2.3.2 Xanthophylle 30 3 Material und Methoden 32 3.1 Vorbereitung der Proben 32 3.2 Analytische Methoden 32 3.2.1 Extraktion der Carotinoide aus den Hagebutten 32 3.2.2 Verseifung der Hagebuttenextrakte 33 3.2.3 Bestimmung der Carotinoid-Gehalte 35 3.2.4 Bestimmung der Trockenmasse 35 Inhaltsverzeichnis II 3.2.5 Statistische Auswertung 36 4 Ergebnisse 37 4.1 Trockenmasse 37 4.2 Carotinoide 37 4.3 Clusteranalyse 41 5 Diskussion 48 5.1 Gehalte der Carotinoide 48 5.2 Untersuchung auf Phylogenetische Informationen 49 5.2.1 Gruppierungen nach Einzelkomponenten 50 5.2.2 Gruppierung nach Gehalten aller Carotinoide 53 5.2 Phylogenetische Diskussion 53 5.3 Fazit 57 Anhang VII Literaturverzeichnis XXXIX Erklärung Tabellenverzeichnis III Tabellenverzeichnis Tabelle 1: Überblick über die analysierten Arten VII Tabelle 2: Überblick Anzahl Bestimmungen VIII Tabelle 3: Trockenmasse der einzelnen Proben X Tabelle 4: Gehalte an Lycopin der verschiedenen Hagebuttensorten XI Tabelle 5: Gehalte an β- und α-Carotin der Hagebuttensorten XII Tabelle 6: Gehalte an (all-E)-Lutein, (all-E)-Zeaxanthin, (all-E)-β-Cryptoxanthin und (all-E)-Rubixanthin XIII Tabelle 7:Gesamt-Gehalte von Lycopin und β-Carotin XIV Abbildungsverzeichnis IV Abbildungsverzeichnis Abbildung 1: Hagebutten von R. canina 8 Abbildung 2: Hagebutten von R. jundzillii 9 Abbildung 3: Hagebutten von R. rubiginosa 11 Abbildung 4: Hagebutten von R. micrantha 12 Abbildung 5: Hagebutten von R. agrestis 12 Abbildung 6: Hagebutten von R. elliptica 12 Abbildung 7: Blüte von R. beggeriana 15 Abbildung 8: Hagebutten von R. rugosa 16 Abbildung 9: Blüte von R. majalis 17 Abbildung 10: Hagebutten von R. pendulina 18 Abbildung 11: Hagebutten von R. arkansana 19 Abbildung 12: Hagebutte von R. arvensis 20 Abbildung 13: Hagebutten von R. multiflora 22 Abbildung 14: Hagebutten von R. stellata “Myrifica” 24 Abbildung 15: Strukturformeln des (all-E)–Lycopins und ausgewählter (Z)-Lycopin-Isomere 28 Abbildung 16: (all-E) – β – Carotin 29 Abbildung 17: (all-E) – α – Carotin 29 Abbildung 18: (all-E) – Lutein 30 Abbildung 19: (all-E) – Zeaxanthin 30 Abbildung 20: (all-E) – β – Cryptoxanthin 31 Abbildung 21: (all-E) – Rubixanthin 31 Abbildung 22: HPLC-Chromatogramm eines unverseiften und eines verseiften Hagebuttenextraktes 34 Abbildung 23: Überblick über den Gehalt an Carotinoiden in den einzelnen Arten 38 Abbildung 24 : Dendrogramm für den Gehalt an allen Carotinoiden 41 Abbildung 25: Überblick über den (all-E)-Lycopin – Gehalt XV Abbildung 26 : Dendrogramm (all-E)-Lycopin- Gehalt XVI Abbildung 27: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomer I-Gehalt XVII Abbildung 28 : Dendrogramm (Z)-Lycopin-Isomer I- Gehalt XVIII Abbildungsverzeichnis V Abbildung 29: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomer I-Gehalt XIX Abbildung 30 : Dendrogramm (Z)-Lycopin-Isomer II- Gehalt XX Abbildung 31: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe–Gehalt XXI Abbildung 32: Dendrogramm Gehalt (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe XXII Abbildung 33: Überblick über den (all-E)-β-Carotin – Gehalt XXIII Abbildung 34 : Dendrogramm (all-E)-β-Carotin- Gehalt XXIV Abbildung 35: Überblick über den (13Z)-β-Carotin-Gehalt XXV Abbildung 36 : Dendrogramm (13Z)-β-Carotin- Gehalt XXVI Abbildung 37: Überblick über den (9Z)-β-Carotin – Gehalt XXVII Abbildung 38 : Dendrogramm (9Z)-β-Carotin- Gehalt XXVIII Abbildung 39: Überblick über den (all-E)-α-Carotin – Gehalt XXIX Abbildung 40 : Dendrogramm (all-E)-α-Carotin- Gehalt XXX Abbildung 41: Überblick über den (all-E)-Lutein – Gehalt XXXI Abbildung 42 : Dendrogramm (all-E)-Lutein- Gehalt XXXII Abbildung 43: Überblick über den (all-E)-Zeaxanthin – Gehalt XXXIII Abbildung 44 : Dendrogramm (all-E)-Zeaxanthin- Gehalt XXXIV Abbildung 45: Überblick über den (all-E)-β-Crypthoxanthin – Gehalt XXXV Abbildung 46 : Dendrogramm (all-E)-β-Cryptoxanthin- Gehalt XXXVI Abbildung 47: Überblick über den (all-E)-Rubixanthin - Gehalt XXXVII Abbildung 48 : Dendrogramm (all-E)-Rubixanthin- Gehalt XXXVIII Abkürzungsverzeichnis VI Abkürzungsverzeichnis BGJ Botanischer Garten Jena BHT 2,6-Di-tert.-butyl-4-methylpenol cpDNA Chloroplast DNA EW Einwaage FM Frischmasse HPLC High Performance Liquid Chromatography (Hochleistungsflüssigkeitschromatographie) H2O Wasser KOH Kaliumhydroxid LG Leergewicht MeOH Methanol MgO Magnesiumoxid MtBE tert. Butyl-methyl-ether MW Mittelwert NBG Neuer Botanischer Garten Göttingen n.n. nicht nachweisbar nrITS nuclear ribosomal internal transcribed spacer Q Quelle ROS Reaktive Sauerstoffspezies RW Rückwaage SGH Europa-Rosarium Sangerhausen STABW Standardabweichung THF Tetrahydrofuran TM Trockenmasse U/min Umdrehungen pro Minute VK Variationskoeffizient VW Sammlung Volker Wissemann Einleitung 1 1. Einleitung Die Systematik der Wildrosen stellte Rhodologen schon immer vor einige Probleme. Die etwa 200 Arten sind für eine Gattung sehr viele, ihr Formenreichtum ist gewaltig. Hinzu kommen die komplizierte Reproduktionsbiologie der Rosen und der nicht unerhebliche Eingriff des Menschen in die Evolution der Rosen durch Züchtung. Bemühungen, die Rosen zu klassifizieren, reichen bis ins 16. Jahrhundert zurück, in dem sie in „wilde“ und „vornehme“ Arten eingeteilt und nach der Farbe ihrer Blüten weiter unterschieden wurden. Der erste Versuch, ein System der Rosen zu entwerfen, wurde in der Mitte des 18. Jh. von Linnaeus unternommen. Er legte seiner Klassifizierung hauptsächlich die Form der Hagebutten zugrunde (WISSEMANN, 2003). Aktuelle Klassifizierungsbemühungen bedienen sich Merkmalen, die objektiver messbar und weniger anfällig für Veränderungen durch Individualentwicklung und Umwelteinflüsse sind. Phytochemikalien wie Farbstoffe und Duftstoffe stellen eine direktere Reflektion der genetischen Ausstattung dar, als die Größe oder Form von Pflanzenorganen. Weit weniger Zwischenschritte liegen zwischen dem Ablesen der DNA und der Synthese solcher Inhaltsstoffe als sie für den komplexen morphologischen Aufbau einer Pflanze nötig sind (FIASSON et. al., 2003). Ziel dieser Arbeit ist es, die Carotinoid-Gehalte der Hagebutten verschiedener Rosenarten zu ermitteln. Die Rosen werden außerdem aufgrund der Gehalte an einzelnen Carotinoiden per Clusteranalyse Gruppen zugeordnet, die auf phylegenetische Informationen hin untersucht werden. Theoretische Grundlagen 2 2. Theoretische Grundlagen 2.1 Die Wildrosen 2.1.1 Allgemeines Zur Gattung Rosa gehören ca. 200 Arten und sehr viele Bastarde. Sie gehören zur großen Familie der Rosaceae und werden in vier Untergattungen eingeteilt, von denen drei monotypisch sind oder nur zwei Arten enthalten: Die Hulthemia, Platyrhodon und Hesperhodos. Die vierte Subgattung Rosa ist die bei weitem artenreichste (mehr als 95% der Gattung) und demnach auch die variabelste. Sie wird in zehn Sektionen geteilt: Pimpinellifoliae, Rosa, Caninae, Carolinae, Cinnamomeae, Synstylae, Indicae, Banksianae, Laevigatae und Bracteatae (WISSEMANN & RITZ, 2005). Natürlich verbreitet sind Rosen heute auf der Nordhalbkugel zwischen 20. und 70. Breitengrad: in Europa, Asien und Nordamerika (exklusive der arktischen und tropischen Gebiete), im Nordwesten Afrikas und in Äthiopien. In der südlichen Hemisphäre gab es ursprünglich keine Rosenarten. Als Entwicklungszentrum der Gattung gelten Mittel- und Südwestasien. Kultiviert werden Rosen heutzutage jedoch in allen (klimatisch in Betracht kommenden) Ländern der Erde (BLASCHEK et al., 1998). Die meisten Rosen sind aufrechte oder buschförmige Sträucher und erreichen eine Höhe bis zu 3 m. Es gibt auch einige Kletterrosen, die meisten davon in der Sektion Synstylae (BEAN, 1980). Alle Rosen tragen die typischen „Dornen“, die morphologisch jedoch Stacheln sind. Meist sind diese hakig oder gebogen, können aber auch gerade sein und senkrecht abstehen. Die Bewehrung kann sehr stark sein, variiert aber innerhalb der Gattung so sehr wie sie an einzelnen Individuen von Pflanzenteil zu Theoretische Grundlagen 3 Pflanzenteil variieren kann. Normalerweise sind die blütentragenden Zweige am wenigsten bewehrt (ebd.). Die Blätter sind (außer bei R. persica) unpaarig gefiedert. Die Anzahl der Fiederblätter variiert stark innerhalb der Gattung, zwischen den Individuen einer Spezies und sogar an unterschiedlichen Teilen einer Pflanze. Ebenso variabel ist die Form der Blättchen. Die Zahnung kann einfach oder zusammengesetzt sein, wobei letzteres meist mit Drüsen an der Spitze der Hauptzähne einhergeht. Drüsen können auch auf den Blattunterseiten auftreten. Alle Arten außer R. persica besitzen Stipeln (ebd.). Die Blüten entspringen meist an Seitentrieben aus vorjährigem Holz, einige Arten bringen aber auch an neuen Trieben Blüten hervor. Sie sind meist Einzelblüten oder sitzen zu wenigen in Doldenrispen. Die Farbe der Petalen variiert in Schattierungen von weiß bis rot, wenige Arten haben gelbe Blüten. Die normale Anzahl der alternierenden Kelch- und Kronblätter ist je 5, nur R. serica hat 4. Sehr zahlreich sind die Staubgefäße, selten treten weniger als 30 auf. Die Blütenstiele sind meist ohne Haare, tragen allerdings oft Stieldrüsen oder Drüsenhaare, was sie behaart erscheinen lässt. Die Stiele sind so eng mit dem Hypanthium verbunden, dass eine Bedrüsung oft auf dieses übergeht. Die inneren Wände des Hypanthiums werden (in der Untergattung Rosa) von den Samenanlagen gesäumt. Es wird im Fruchtstadium fleischig und bildet die Hagebutte (ebd.). Die „Frucht“ der Rosen, die Hagebutte, ist eine Sammelnussfrucht. Die becherförmige, fleischige Blütenachse (Hypanthium) umschließt die im Inneren liegenden eigentlichen Früchte, die Nüsschen. Blütenachse und Nüsschen bilden eine Ausbreitungseinheit, die endochor verbreitet wird. Verbreitende Tiere sind meist Vögel, seltener Säugetiere wie Feldhase und Wildkaninchen. Vögel bevorzugen hauptsächlich rote Früchte oder Scheinfrüchte, wie neben den Hagebutten zum Beispiel an den ähnlich gefärbten „Vogelbeeren“ der Eberesche (Sorbus aucuparia) deutlich wird. Nach LÜTTIG und KASTEN (2003) werden Wildrosen von 27 verschiedenen Vogelarten endochor verbreitet. Noch mehr Vogelarten verbreiten Weißdorn (Crataegus spec.), Rote Johannisbeere Theoretische Grundlagen (Ribes rubrum), Faulbaum 4 (Frangula alnus), Süßkirsche (Prunus avium), Wacholder (Juniperus communis), Traubenholunder (Sambucus racemosa), Schwarzen Holunder (Sambucus nigra) und schließlich mit 63 Vogelarten die erwähnte Gemeine Eberesche. Vögel benötigen als Reiz primär Sichtbares, da ihr Riechvermögen schwach oder gar nicht ausgebildet ist. Leuchtend gefärbte Früchte, die im Herbst, zur Zeit der Vogelzüge, weithin aus dem herbstlichen Grau und Braun herausstechen, stellen also bezüglich der Samenverbreitung einen deutlichen (Selektions-) Vorteil dar. Der Mensch weiß seit langer Zeit, die Rosen für sich zu nutzen. Schon in der Jungsteinzeit dienten die Hagebutten der Ernährung. Am Anfang des 20. Jh. galt die Hagebutte in Deutschland als wichtigster Vitamin-C-Lieferant und wurde von wilden Sträuchern geerntet (LÜTTIG & KASTEN, 2003). Besonders die Hagebutten von Rosa canina wurden in der Volksmedizin genutzt und werden heute wieder genutzt. Das Öl der Nüsschen wird zur Behandlung atrophischer Haut, zur Narbenbehandlung sowie zur Reduktion von Falten eingesetzt. Ein Tee aus den Nüsschen wird in der Volksmedizin als harntreibend gegen Harnwegserkrankungen und gegen rheumatische Beschwerden verabreicht. Ein Tee aus den Schalen oder den ganzen Scheinfrüchten wird wegen des hohen Gehaltes an Vitamin C vorbeugend oder behandelnd bei Erkältungskrankheiten getrunken. Der „Schlafapfel“, die durch den Stich und die Eiablage der Gallwespe (Cynips Rosae) verursachte Wucherung, wird in der Volksheilkunde als Adstringens verwendet. Dies ist auf den Gehalt von Tanninen zurückzuführen (LEXIKON DER ARZNEIPFLANZEN UND DROGEN, 2006). Rosen haben also seit der Jungsteinzeit eine große Bedeutung für den Menschen. Neben ihren wertvollen Inhaltsstoffen spielt gerade ihre Schönheit eine große Rolle. Im westlichen Kulturraum gilt sie als „Königin der Blumen“, fehlt in wenigen Gärten und ist als Symbol der Liebe als Geschenk für Nahestehende nicht wegzudenken. Theoretische Grundlagen 5 2.1.2 Die analysierten Arten im Einzelnen Alle im Rahmen dieser Arbeit analysierten Rosenarten werden auf den folgenden Seiten den Subgenera und Sektionen zugeordnet und nach ihrer Herkunft sortiert. Außerdem werden die morphologischen Merkmale der Arten und der Subgenera und Sektionen vorgestellt. Die klassische Phylogenie basiert auf der Analyse morphologischer und anatomischer Merkmale, weshalb eine Vorstellung dieser wichtig erscheint. Die Zuordnung der Arten zu den einzelnen Gruppen orientiert sich an WISSEMANN, (2003), wo das klassische System von REHDER aktualisiert wurde. Die verwendeten Bilder stammen entweder von der CD-Rom „Rosen“ (Q:B&D = BRUMME & DIETZE, 2002) oder wurden mit Genehmigung der OnlineDatenbank „Botanik im Bild“ (Q:Bot = HORAK et al., 2007) entnommen. 2.1.2.1 Subgenus Hulthemia Dies ist, einigen Lehrmeinungen zufolge, entwicklungsgeschichtlich eventuell die älteste der vier Untergattungen. Diese Ansicht ist umstritten. Hulthemia wird von einigen Autoren nicht zur Gattung Rosa gezählt, obwohl sie mit Vertretern der Gattung hybridisiert (BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980). Die Gruppe enthält nur eine Art. Die Merkmale sind also unter R. persica beschrieben, die sich maßgeblich von allen anderen Arten der Gattung unterscheidet. Aus Asien: Rosa persica MICHX. ex JUSS Dieser einzige Vertreter seiner Untergattung ist ein wuchernder Busch mit schlanken, drahtigen, flaumhaarigen Stämmen, der 0,6 bis 0,9 m hoch wird. Die Stämme sind mit vielen hakigen, schlanken Stacheln bekleidet. Die Blätter sind ungeteilt, ungestielt und ohne Nebenblätter. Sie werden zwischen 1,3 und 3,2 cm lang und sind verkehrteiförmig oder oval. Zur Spitze hin sind sie gezähnt und mit feinen Härchen bedeckt. Theoretische Grundlagen 6 Die Blüten haben einen Durchmesser von ca. 2,5 cm und sitzen einzeln am Ende der Triebe auf einem schlanken, stacheligen Stiel. Die Petalen sind tiefgelb mit einem karmesinroten Fleck an der Basis. Die Kelchblätter sind lanzettlich, flaumig behaart und mehr oder weniger stachelig. Sie bleiben an den Butten haften. Die Hagebutten bleiben grünlich, sind dicht mit Stacheln besetzt und kugelig (BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980). 2.1.2.2 Subgenus Rosa 2.1.2.2.1 Sektion Pimpinellifoliae Diese Gruppe umfasst Sträucher von mannigfaltigem Habitus. Der Wuchs ist meist aufrecht und zwischen 1 und 4 m. Ihre vielen Stacheln sind gerade oder gebogen, manchmal abgeflacht, auch dünn, knorpelig oder flügelähnlich und oft mit Nadelstacheln und Borsten vermischt. Die Blätter haben gewöhnlich mehr als sieben, bis zu siebzehn Blättchen. Die Einzelblüten sind weiß oder gelb und haben meist 5 Petalen. Sie sitzen an kurzen Trieben. Die Kelchblätter sind ganzrandig oder mit wenigen Anhängseln und krönen aufgerichtet auch noch die reife Hagebutte. Die Hagebutten sind oval bis rundlich, einige glatt, andere borstig und ihre Farben variieren von Art zu Art von leuchtend rot bis schwarz. Die Griffel sind nicht verwachsen, aber umschlossen. Alle wenigen Arten kommen aus der Alten Welt 1 (BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980). Aus Europa: Rosa spinosissima L. (Rosa pimpinellifolia L.) Diese einzige europäische Art der Pimpinellifoliae ist ein niedriger Busch (selten höher als 1,2 m) mit kriechenden Wurzeln und aufrechten, kurz verzweigten Stämmen, die mit schlanken Stacheln und kräftigen Borsten bedeckt sind. Die Blätter sitzen dich an den Zweigen an, sind 2,5 bis 6,4 cm lang und aus fünf, 1 „Alte Welt“ meint die Kontinente, die den Europäern vor der Entdeckung Amerikas bekannt waren: Europa, Afrika und Asien. Dem gegenüber wird Nord- und Südamerika als „Neue Welt“ bezeichnet. Theoretische Grundlagen 7 sieben oder neun Blättchen zusammengesetzt. Diese sind 0,6 bis 1,3 cm lang und rund, oval oder verkehrteiförmig. Sie sind tiefgrün, einfach gezähnt und, abgesehen vom flaumigen Hauptnerv, unbehaart. Die Einzelblüten öffnen sich im Mai, sind weiß, cremeweiß oder blaßrosa und bis 5,1 cm breit. Blütenstiele und Hypanthium sind manchmal drüsenlos, manchmal borstig oder stachelig. Die Kelchblätter sind gewöhnlich ungezahnt und am Rand wollig behaart; ihr Rücken ist drüsen- und haarlos. Die Hagebutten sind dunkelbraun und später schwärzlich, von kugeliger Form und haben einen Durchmesser von 1,3 bis 1,9 cm (BEAN, 1980). Die analysierten Proben stammen aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen (R. spinosissima “Grandiflora”) und aus der Sammlung Volker Wissemanns (R spinosissima). 2.1.2.2.2 Sektion Caninae Diese Sektion umfasst die meisten Rosenarten Europas und weist eine komplizierte Variabilität auf. Es ist die Gruppe, mit der sich die Rhodologen der Gegenwart am meisten beschäftigen. Ihre Hauptmerkmale sind die folgenden: Die Stämme sind aufrecht oder bogig überhängend und mit hakigen Stacheln besetzt. Die Blätter sind aus fünf bis neun Blättchen zusammengesetzt, mittelgroß und meist gräulich-grün. Der Blütenstand ist eine Doldentraube mit wenigen weißen oder hellrosa Blüten. Die Kelchblätter tragen auffallende seitliche Anhängsel und bleiben meist bis zur Reife der Hagebutte. Diese ist oval bis rund. Die Caninae werden in sechs Subsektionen unterteilt. Aus Europa: Subsektion Caninae: Rosa canina L. Die Rosa canina ist ein kräftiger Strauch bis zu 3,7 m Höhe oder sogar höher. Ihre Stämme sind mit zerstreuten, gleichartigen hakigen Stacheln besetzt. Die Blätter bestehen aus fünf oder sieben elliptischen, breitelliptischen oder eiförmigen Theoretische Grundlagen 8 Blättchen, die 2,5 bis 3,8 cm lang sind. Sie sind spitz, unbehaart oder sehr wenig behaart, den unterseits Nerven auf manchmal drüsig. Die Randzähne sind meist einfach und ohne Drüsen, seltener zusammengesetzt und drüsig. Die oberen Stipeln sind breit. Die 3,8 bis 5,1 cm breiten Blüten sind weiß oder rosa, öffnen sich etwa ab Mittsommer als Einzelblüte oder in Abbildung 1: Hagebutten von R. canina; Q:B&D Büscheln und verströmen einen angenehmen Duft. Sie sitzen auf unbehaarten, 2,5 cm langen Blütenstielen, die wie der Hypanthium meist drüsenlos sind. Die Kelchblätter sind ganz besonders gestaltet: die äußeren beiden überlappen ihre Nachbarn an beiden Seiten und sind beidseitig fiederteilig; das nächste überlappt nur an einer Seite, die ebenfalls fiederteilig ist, die überlappte Seite ist ganzrandig; die beiden übrigen Kelchblätter werden an beiden Seiten überlappt und sind rundherum ganzrandig. Die Hagebutten sind eiförmig oder rundlich und leuchtend rot. Die Kelchblätter fallen ab oder verbleiben bis zum Verfärben der Hagebutten (BEAN, 1980). Die analysierte Probe stammt vom Napoleonstein bei Cospeda. Rosa caesia SM. Diese Art ist der R. canina sehr ähnlich und wurde einst als eine „Gebirgsrasse“ dieser angesehen. Der Strauch wird ca. 1,8 m hoch. Seine Stacheln sind kürzer als die der R. canina. Die Blätter sind unterseits wenigstens auf den Nerven flaumig behaart und meist stumpf. Die Blüten sitzen auf sehr kurzen Stielen. Das Hypanthium hat eine weitere Griffelöffnung als R. canina, der Diskus wird beinahe vom breiten, wolligen Theoretische Grundlagen 9 Narbenköpfchen bedeckt. Die Kelchblätter sind aufgerichtet oder ausgebreitet und bleiben oft bis zur Reife der Hagebutte oder länger (BEAN, 1980). Die analysierte Probe stammt vom Napoleonstein bei Cospeda. Subsection Tomentellae Rosa tomentella LÉMAN Die Stämme dieses Strauches sind von stark hakigen Stacheln bekleidet. Die Blätter sind relativ breit, an der Spitze oft abgestumpft und von zusammengesetzten Zähnen umrandet. Die Unterseite ist wenigstens auf den Nerven flaumig behaart. Die Blüten sind gewöhnlich weiß und haben ziemlich kurze Kelchblätter (BEAN, 1980). Die analysierte Probe wurde im NBG gesammelt. Subsektion Trachyphyllae Rosa jundzillii BESSER Die rosa blühende Rose begegnet uns meist als Strauch bis 1,5 m Höhe, kann aber bis zu 2,4 m hoch werden und bildet Ausläufer. Ihr Stämme und Zweige sind mit zerstreuten, geraden oder etwas gebogenen Stacheln besetzt. Selten mischen sich Nadeln und Borsten darunter. Die Blätter sind aus fünf oder sieben, selten neun festen Blättchen zusammengesetzt, die 2,5 bis 4,5 cm lang sind und elliptisch oder breitelliptisch Blattoberseite ist geformt. Die unbehaart, die Unterseite drüsig und manchmal Abbildung 2: Hagebutten von R. jundzillii; Q:Bot Theoretische Grundlagen 10 flaumhaarig. Bis zu 30 zusammengesetzte, drüsige Zähne je Seite umranden die Blättchen. Rhachis und Blattstiel sind drüsig und können feine Härchen haben. Die Blüten öffnen sich im Juni oder Juli, können hell- bis sattrosa sein und haben bis zu 7,6 cm Durchmesser. Sie erblühen einzeln oder zu zweit oder dritt, manchmal auch in Doldentrauben von bis zu 8 Blüten. Ihre Stiele sind bis zu 3,8 cm lang und mir drüsigen Borsten oder Haaren bekleidet, die manchmal bis auf die Hyphantien übergreifen. Die Kelchblätter sind auf dem Rücken drüsig, die äußeren mit langen Anhängseln. Die Narben sind behaart und in einem großen kugeligen Köpfchen vereinigt. Die Hagebutten sind kugelig oder eiförmig, leuchtend rot und werfen im reifen Zustand die Kelchblätter ab (BEAN, 1980). Die analysierten Hagebutten stammen von einem Strauch aus dem Neuen Botanischen Garten in Göttingen. Subsection Rubrifoliae Rosa mollis SM. Diese Rose erreicht in der freien Natur bis zu 1,8 m Höhe und breitet sich manchmal durch Ausläufer aus und bildet dann große Bestände. Die Stämme sind mit schlanken, geraden Stacheln besetzt und die Zweige in der Jugend bereift. Die Blätter bestehen aus fünf, sieben oder neun ovalen bis länglich-eiförmigen Blättchen, welche bis 3,8 cm lang sind. Sie sind oberseits bläulich-grün, beidseitig behaart und auf der Unterseite mit nach Harz duftenden Drüsen bekleidet. Der Rand ist mit drüsigen, zusammengesetzten Zähnen gesäumt. Die tiefrosa Blüten sitzen auf leicht borstigen, kurzen Stielen einzeln oder zu dritt in Büscheln. Sie haben einen Durchmesser von 3,8 bis 6,4 cm. Das Hypanthium ist ebenfalls leicht borstig. Die Kelchblätter sind an der Basis fleischig, auf dem Rücken drüsig und lang geschwänzt. Sie sind an der Basis nicht zusammengezogen und haben ein paar seitliche Anhängsel. Die Griffelmündung ist weit. Die Hagebutten sind dunkelrot, mehr oder weniger borstig und von den aufrechten Kelchblättern gekrönt. Sie sind kugelig bis birnenförmig und zwischen 2, 5 und 3,8 cm lang (BEAN, 1980) Die analysierte Probe stammt aus Volker Wissemanns Sammlung. Theoretische Grundlagen 11 Rosa sherardii DAVIS Diese Rose ist ein kompakter Strauch mit kräftigen, geraden Stacheln. Ihre Zweige sind in der Jugend bereift. Die fünf oder sieben elliptischen oder eiförmigen Blättchen sind oberseits graugrün, beiderseits dicht behaart und von zusammengesetzten Zähnen umrandet. Die rosa oder weißen Blüten duften und sitzen einzeln oder zu wenigen in einer Doldentraube auf langen Stielen. Sie erreichen eine Breite von bis zu 5,7 cm. Ihre Stiele sind drüsig, borstig behaart. Die Kelchblätter sind 1 bis 2,2 cm lang und haben fiederteilige Anhängsel. Sie sind drüsig-borstig und bleiben bis zur Vollreife an der Hagebutte. Diese ist mehr oder weniger kugelig (BEAN, 1980). Die analysierte Art wurde im NBG gesammelt. Subsektion Rubiginae Rosa rubiginosa L. Die aufrechten Büsche bogenförmig mit überhängenden Zweigen werden 1,8 bis 2,4 m hoch. Stämme und Zweige sind mit vielen zerstreuten, Stacheln besetzt. hakigen Nebenzweige tragen nadelförmige Stacheln. Die eiförmigen Blättchen setzen zu fünft, siebt oder neunt die Blätter zusammen und zusammengesetzt Oberseite ist sind gezähnt. Die drüsenlos, die Unterseite mit lieblich duftenden Drüsen bedeckt. Abbildung 3: Hagebutten von R. rubiginosa; Q:Bot Die blassrosa Blüten sind 3,8 cm breit und sitzen allein oder bis zu siebt oder mehr zusammen. Die Blütenstiele und Kelchblätter sind borstig-drüsig. Die Griffel sind behaart. Theoretische Grundlagen 12 Die Kelchblätter krönen auch noch in der Reife die leuchtend roten und glänzenden, eiförmigen Hagebutten (BEAN, 1980). Die untersuchte Probe stammt vom Napoleonstein in der Nähe von Cospeda. Rosa micrantha SM. Diese Rose ist der R. rubiginosa sehr ähnlich. Sie weicht durch stärker gebogene Zweige, das Fehlen nadelförmiger Stacheln an den Nebenzweigen, weniger stark duftenden Blättern, unbehaarten Griffeln, Griffelkanal abfallenden einem engeren und Kelchblättern früher von dieser ab (BEAN, 1980). Abbildung 4: Hagebutten von R. micrantha; Q:Bot Die analysierte Probe dieser Art wurde in Groß Schneen gesammelt. Rosa agrestis SAVI und Rosa elliptica TAUSCH sind zwei weitere Verwandte der R. rubiginosa, die dieser sehr ähnlich sind (BEAN, 1980). Erstere stammt aus der Sammlung von Volker Wissemann, letztere wurde am Napoleonstein in der Nähe von Cospeda gesammelt. Abbildung 5: Hagebutten von R. agrestis (links), Q:Bot Abbildung 6: Hagebutten von R. elliptica (rechts); Q:Bot Theoretische Grundlagen 13 Rosa sicula TRATT. Der dichtverzweigte Strauch wird 0,6 bis 1,5 m hoch und ist von abgerundetem Wuchs. Die Zweige sind mit schlanken, gebogenen Stacheln bis zu 9,6 cm Länge bewehrt, unter die sich gelegentlich Nadeln und drüsige Borsten mischen. Die Blätter setzen sich aus fünf bis sieben Blättchen zusammen und sind bis zu 5,1 cm lang. Die Blättchen sind zwischen 0,6 und 1,9 cm lang, breit eiförmig oder rund und zusammengesetzt und drüsig gezähnt. Drüsen finden sich auch auf Rhachis, Blattunterseite und Nebenblättern. Die Blüten sind bis zu 3,2 cm breit und leuchtend rosa. Gewöhnlich sind es Einzelblüten. Sie sitzen auf meist drüsenlosen, kurzen Stielen. Die Kelchblätter sind lanzettlich mit seitlichen Anhängseln und drüsig gewimperten Rändern. Die Griffel sind flaumig behaart. Die Hagebutten sind erbsengroß, rot, schwarz werdend und von den Kelchblättern gekrönt (BEAN, 1980). Aus dem Europa-Rosarium in Sangerhausen stammt die analysierte Probe. 2.1.2.2.3 Sektion Carolinae Dies ist eine kleine, auf den östlichen und südöstlichen Teil Nordamerikas beschränkte Gruppe, nah verwandt mit den Cinnamomeae, aber mit in der Reife abfallenden Kelchblättern. Der Wuchs ist niedrig, aber aufrecht. Die Bewehrung besteht aus kurzen, meist paarigen, hakigen Stacheln. Die Blätter sind aus sieben oder neun Blättchen zusammengesetzt und stellen schönes Herbstlaub dar. Die Blüten sitzen meist allein an kurzen Stielen. Die Hagebutten sind rundlich und die Kelchblätter fallen in der Reife von ihnen ab (BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980). Theoretische Grundlagen 14 Aus Nordamerika: Rosa nitida WILD Diese Rose ist ein niedriger Busch bis 60 cm Höhe, der reichlich Ausläufer treibt. Die aufrechten rötlichen Stämme sind dicht mit stacheligen Borsten bewehrt. Die 5 bis 7,6 cm langen Blätter färben sich im Herbst purpur, sind sonst sehr glänzend grün. Die Nebenblätter haben drüsig-gezähnte Ränder. Die 5 bis 9 Blättchen sind schmal-länglich, verjüngen sich an beiden Enden und sind bis 3,2 cm lang. Sie sind fein und scharf gezähnt, unbehaart und fest. Die Blüten sind leuchtend rosarot und 5,1 bis 6,4 cm im Durchmesser. Sie sitzen gewöhnlich einzeln, evtl. 2 bis 3 zusammen. Die Blütenstiele und Kelchblätter sind borstig oder drüsig, letztere ganzrandig, lanzettlich und zurückgeschlagen. Die Butten sind kugelig, 0,9 cm breit, scharlachrot, borstig und mit den Kelchblättern abfallend (BEAN, 1980). Die Probe stammt aus dem Europa-Rosarium in Sangerhausen. 2.1.2.2.4 Sektion Cinnamomeae Diese Sektion umfasst Ausläufer bildende, aufrechte Sträucher von 1 bis 4 m Höhe. Falls Stacheln vorhanden sind, stehen sie paarweise oder in Büscheln an den Nodien. Nadelstacheln und Borsten sind bei einigen Arten die vorherrschende Form der Bewehrung, generell sind sie oft, besonders an stark wachsenden jungen Trieben, vorhanden. Blätter bestehen meist aus fünf oder sieben (bis elf) Blättchen. Blüten kommen in Schattierungen von rosa und rot, einzeln, zu wenigen oder meist in einem doldentraubigen Büschel vor. Die Kelchblätter sind ganzrandig oder mit wenigen schlanken Anhängseln. Die Griffel sind umschlossen. Die Hagebutten sind meist groß und verlieren die Kelchblätter meist nicht (BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980). Theoretische Grundlagen 15 Aus Asien: Rosa beggeriana SCHRENK ex FISCH. & MEY. Diese Rose kommt als Strauch von 1,8 bis 8 m Höhe vor. Ihre Stämme und Zweige sind mit hellen, hakigen Stacheln bewehrt. Die Fiederblätter haben 7 oder 9 Blättchen, die 1 bis 3,2 cm lang und oval bis leicht verkehrteiförmig sind. Ihre Oberseite ist graugrün und unbehaart, die drüsig Unterseite und meist manchmal flaumig behaart. Sie sind von zehn bis zwanzig einfachen oder zusammengesetzten Zähnen umsäumt. Abbildung 7: Blüte von R. beggeriana; Q:B&D Die Blütenknospen sind länglich und spitz und bringen ab Mittsommer weiße Blüten mit 2,5 bis 3,8 cm Durchmesser hervor. Diese sitzen am Ende der neuen Triebe in Büscheln zu neun oder mehr auf schlanken Blütenstielen. Die meist unbehaarten oder flaumhaarigen Blütenstiele sind bis etwa 2,5 cm lang und manchmal drüsig. Die Hagebutten sind kugelig und glatt, 0,6 bis 1 cm lang, erst rot, schließlich purpur und werfen ihre Spitze zusammen mit den Kelchblättern ab (BEAN, 1980). Beide analysierten Proben stammen aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen. Rosa sweginzowii KOEHNE Diese Rose ist ein Strauch von bis zu 3,7 m Höhe und festem Wuchs, dessen Zweige meist und Stämme immer mit abgeflachten, dreieckigen Stacheln bewehrt sind. Die Blätter haben 7 bis 13 eiförmige bis rundlich-ovale Blättchen, die länger als 3,8 cm sein können und zusammengesetzt gezähnt sind. Ihre Unterseite ist unbehaart (außer Hauptnerv) und blass, die Oberseite dunkelgrün. Theoretische Grundlagen 16 Die rosa Blüten sind einzeln, zu zweit, zu dritt oder in Büscheln zu sechst oder mehr. Sie sind 3,8 bis 5,1 cm breit. Die Hagebutten sind glänzend rot, krugförmig und 3,8 cm oder länger. Sie sind von den aufrechten Kelchblättern gekrönt und mindestens an der Basis von drüsigen Haaren besetzt (BEAN, 1980). Die analysierte Probe stammt aus dem Neuen Botanischen Garten in Göttingen. Rosa rugosa THUNB. Diese sehr robuste Rose wächst als Strauch von 1,2 bis 1,8 m Höhe. Ihre Stämme sind kräftig und dicht von Stacheln ungleicher Größe besetzt; Stämme und Stacheln sind flaumhaarig. Die 7,6 bis 17,8 cm langen Blätter bestehen Abbildung 8: Hagebutten von R. rugosa, Q:B&D aus 5 bis 9 Blättchen und haben große flaumhaarige Nebenblätter. Die länglichen Blättchen sind 2,5 bis 5 cm lang, außer zur Basis hin leicht gezähnt und unterseits flaumhaarig. Die auffälligen Nerven geben Ihnen das „runzlige“ Aussehen und der Pflanze den deutschen Trivialnamen „Runzelrose“. Die großen (9 cm) Blüten sind stark duftend und erblühen vom Frühsommer an in purpurrosa. Sie sind Einzelblüten oder zu wenigen an einem Blütenstand. Ihre Petalen überlappen einander. Das Hypanthium ist unbehaart, aber die Blütenstiele und Kelchblätter flaumhaarig. Die Kelchblätter sind bis zu 3 cm lang. Die Hagebutten sind kräftig leuchtend rot und tomatenförmig. Sie sind sehr groß, 2,5 cm oder mehr im Durchmesser, und von den Kelchblättern gekrönt (BEAN, 1980). Die analysierte Probe (Rosa rugosa f. regeliana) stammt aus dem NBG. Theoretische Grundlagen 17 Aus Europa: Rosa majalis J. HERRM. Die Rosa majalis wächst als starker Busch bis zu 2,7 m hoch und breitet sich durch Ausläufer aus. Die aufrechten, rötlichen Stämme sind in der Nähe der Spitze stark verzweigt und tragen an den Nodien gewöhnlich ein Paar oder ein Büschel hakige Stacheln. Weitere Stacheln sind auf dem Stamm verteilt und bewehren ihn besonders in Bodennähe. Gewöhnlich sind die Blätter aus 5 oder 7 Blättchen zusammengesetzt. Diese sind elliptisch, länglich oder verkehrteiförmig, können stumpf, abgerundet oder zugespitzt sein und sind 2,5 bis 4,8 cm lang. Das untere Drittel oder Viertel ist ganzrandig, der Rest einfach gezähnt. Während die Oberseite meist unbehaart Abbildung 9: Blüte von R. majalis; Q:Bot und grün oder graugrün ist, erscheint die Unterseite gräulich und flaumig behaart. Die Stipeln sind breit, an kräftigen Trieben einwärts gerollt. Die Blüten öffnen sich im Mai in verschiedenen rosa Schattierungen, sind gefüllt oder mit zusätzlichen Blütenblättern. Sie sitzen einzeln oder in kleinen Gruppen auf unbewehrten Seitenzweigen und sind etwa 5 cm breit. Ihre Blütenstiele sind kurz, nicht mehr als doppelt so lang wie das Hypanthium, unbehaart und drüsenlos. Die Kelchblätter sind ganzrandig, an der Spitze verbreitert und tragen am Rand wollige Haare und auf dem Rücken manchmal Haare. Die Hagebutten sind rot, kugelig oder etwas verlängert, 1,3 cm breit und werden von den aufgerichteten Kelchblättern gekrönt (BEAN, 1980). Die analysierte Probe dieser Art stammt aus der Sammlung Wissemann. Theoretische Grundlagen 18 Rosa pendulina L. Der Wuchs dieser Art ist sehr variabel: von 0,6 m oder niedriger bis zu 3,1 m Höhe. Die Stämme und Zweige sind rötlichbraun, manchmal mit schlanken Stacheln. Selten sind Stämme, Zweige und Nebenzweige dicht mit Nadeln und Borsten bekleidet. Die Blätter, 5 bis ca. 15 cm lang, sind aus sieben oder neun Blättchen zusammengesetzt. Deren Form variiert von elliptisch bis breitelliptisch mit spitzer Spitze. Sie sind oberseits kahl, unterseits manchmal flaumhaarig und können drüsig oder drüsenlos sein. Die Zähne sind zusammengesetzt und oft drüsig. Die Rhachis ist meist unbehaart und drüsig. Die Nebenblätter sind mehr oder weniger drüsig; der angeheftete Teil ist meist nach oben verbreitert. Die tiefrosa oder purpurnen Blüten öffnen sich im Mai allein, zu zweit oder zu dritt. Ihr Durchmesser beträgt zwischen 3,8 und 6,4 cm. Die Stiele und das Hypanthium sind drüsenlos oder mit nach Terpentin duftenden Borsten besetzt. Die Kelchblätter sind ganzrandig, an der Spitze mehr oder weniger verbreitert, drüsenlos oder auf drüsig dem Rücken und unterschiedlich lang. Die Narben sind behaart. Abbildung 10: Hagebutten von R. pendulina; Q:B&D Die Hagebutten sind rot, krugförmig bis rundlich, an der Spitze zusammengezogen, drüsenlos oder borstig. Sie sind bis zu 3,2 cm lang, oft hängend und von den Kelchblättern gekrönt (BEAN, 1980). Die analysierten Proben stammen aus dem Rosarium Sangerhausen (“Bourgogne” Interplant 1983, Auslese aus R. pendulina) und aus der Sammlung von Volker Wissemann (Rosa pendulina). Theoretische Grundlagen 19 Aus Nordamerika: Rosa arkansana PORTER Diese rosa blühende Rose erreicht als Strauch eine Höhe von 0,9 bis 1,2 m. Ihr Stamm ist mit schlanken, geraden Borsten und Stacheln bekleidet. Die Fiederblätter bestehen aus 7 bis 11 Blättchen, diese sind 2,5 bis 5,1 cm lang und elliptisch oder verkehrteiförmig. haben eine glänzende Oberfläche, abgesehen manchmal Sie sind, von den flaumig Abbildung 11: Hagebutten von R. arkansana; Q:B&D behaarten Nerven auf der Unterseite, unbehaart und gesäumt von tiefen, drüsenlosen Zähnen. Die rosa Blüten haben einen Durchmesser von etwa 3,8 cm und erblühen in der Mitte des Sommers in seitlichen Büscheln oder später an den Enden von kräftigen Bodentrieben. Blütenstiele und -böden sowie die Kelchblätter sind meist drüsenlos, manchmal (Kelchblätter auf dem Rücken) schwach drüsig. Die Sepalen sind schlank zugespitzt und schmal. Es bilden sich kugelige bis birnenförmige, bis zu 1,8 cm breite Hagebutten, die meist glatt sind und auch in der Reife meist von den ausgebreiteten Kelchblättern gekrönt werden (BEAN, 1980). Die beiden analysierten Proben Europa-Rosarium Sangerhausen. stammten aus dem NBG und dem Theoretische Grundlagen 20 2.1.2.2.3 Sektion Synstylae Diese Sektion fasst Rosen zusammen, die als kletternde, sich ausbreitende oder niederliegende Sträucher wachsen und eine gleichartige Bewehrung von hakigen Stacheln aufweisen. Einige Arten tragen wenige oder keine Stacheln. Die Fiederblätter haben 3 bis 9 Blättchen und die Nebenblätter sind auf fast der ganzen Länge am Blattstiel angeheftet, bleibend und ganzrandig, gezähnt oder gefranst. Die Blütenstände sind meist stark verzweigte Rispen oder Doldentrauben mit zahlreichen Blüten, manchmal auch wenigblütig. Die Petalen sind gewöhnlich weiß. Die Kelchblätter mit einigen wenigen Anhängseln fallen von der reifen Hagebutte ab. Die Hagebutten sind meist klein und oval oder rund. Die Griffel kleben mehr oder weniger zusammen und bilden eine herausragende Säule. Außer der amerikanischen R. setigera sind alle Arten in der Alten Welt beheimatet (BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980). Aus Europa: Rosa arvensis HUDS. Diese weiß Rose blühende kriecht oder klettert als Strauch mit sehr schlanken Zweigen, die mit zerstreuten, kurzen Stacheln bewehrt sind. Die Blättchen zählen fünf oder sieben, variieren in der Form von kreisrund bis Abbildung 12: Hagebutte von R. arvensis, Q:B&D elliptisch oder schmalbis breiteiförmig und sind zwischen 1,3 und 3,8 cm lang. Sie sind unbehaart oder auf der Unterseite auf den Nerven flaumhaarig. Die unterseits oft grau-blaugrünen Theoretische Grundlagen 21 Blätter sind einfach gezähnt, die Zähne drüsenlos. Die Nebenblätter sind schmal mit divergierenden Öhrchen. Die weißen Blüten duften schwach oder gar nicht und sind einzeln oder zu acht in einer Doldentraube angeordnet. Sie sitzen auf schlanken, 1,8 bis 5,1 cm langen Stielen. Diese und das kugelige oder eiförmige Hypanthium sind glatt oder etwas drüsig. Die Sepalen sind lang zugespitzt, haben einige schlanke Anhängsel und sind auf dem Rücken meist drüsenlos und unbehaart. Die unbehaarten Griffel treten hervor und sind in einer Säule vereinigt. Die 0,6 bis 2,2 cm langen, roten Hagebutten werfen die Sepalen zur Reifezeit ab. Sie sind in der Form sehr variabel (BEAN, 1980). Die analysierte Probe stammt aus der Sammlung von Volker Wissemann. Aus Asien: Rosa moschata HERRM. Diese Rose ist ein lockerer, nicht kletternder Strauch. Die Blätter sind aus fünf bis sieben Blättchen zusammengesetzt und oberseits dunkelgrün, unterseits weißlich. Der Mittelnerv ist flaumig behaart, der Rest der Blätter unbehaart. Die eiförmigen bis lanzettlichen Blättchen werden nicht länger als 5,1 cm und sind sehr fein gezähnt. Die Blattspindel ist bestachelt und drüsig. Die Stipeln sind schmal, haben gespreizte Spitzen und am Rand gewöhnlich Drüsen und Haare. Die in den Knospen gelblichen Blüten erblühen im August bis zum ersten Frost weiß. Sie duften nach Moschus, sind größer als 4,5 cm im Durchmesser und sitzen in lockeren Doldentrauben. Die Kronblätter sind etwas konvex und zugespitzt. Die Blüten sitzen auf ca. 4 cm langen, schwach drüsigen Stielen mit zarten, angedrückten Haaren. Auch das Hypanthium hat diese zarte Behaarung und ist elliptisch oder eiförmig. Die Kelchblätter sind schlank zugespitzt, haben einige wenige seitliche Anhänge und sind auf dem Rücken behaart. Sie fallen bald nach der Blüte ab. Die Griffel sind in einer hervortretenden Säule vereinigt. Die Hagebutten sind klein und eiförmig (BEAN, 1980). Die analysierte Probe stammt aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen. Theoretische Grundlagen 22 Rosa multiflora THUNB. Die ‘Vielblütige Rose’ ist ein ausladender Busch, höchstens 3,1 bis 4,6 m hoch, der jedes Jahr vom Hauptteil aus lange, bogenförmig überhängende Stämme bildet, die im folgenden Jahr dicht mit Blüten besetzt sind. Die Zweige sind mit kleinen gebogenen Stacheln bewehrt und unbehaart. Die 7,6 bis 15,2 cm langen Blätter sind aus sieben oder neun Blättchen zusammengesetzt, die ihrerseits 2,5 bis 5,1 cm lang sind und elliptisch oder verkehrteiförmig geformt, an der Spitze spitz oder zugespitzt, an der Basis keilförmig. Die Blattunterseite ist meist flaumig behaart, unbehaart. Der manchmal Rand ist fast einfach gezähnt. Die Nebenblätter sind tief ausgefranst und mit drüsigen Zähnen. Die weißen Blüten sind ca. 2,5 cm breit und stehen im Juni zahlreich in verzweigten Schirmrispen von 10 bis 15 cm Durchmesser und Höhe. Die Blütenstiele und das Hypanthium sind behaart, die Stiele manchmal zusätzlich drüsig. Die Kelchblätter sind stets kürzer als die Petalen und haben bis zu 3 schmale seitliche Anhängsel. Die Kronblätter sind schmal Abbildung 13: Hagebutten von R. multiflora; Q:Bot und überlappen nur wenig. Die Staubblätter sind goldgelb. Die Griffel ragen heraus und sind zu einer unbehaarten Säule vereinigt. Die Hagebutten sind eiförmig bis rund, 0,6 cm lang und rot. Diese Rose ist eine der sehr schönen Wildrosen, jeder der Zweige ist im Juni mit Blüten geschmückt (BEAN, 1980). Die analysierte Probe stammt aus dem Neuen Botanischen Garten in Göttingen. Theoretische Grundlagen 23 Rosa filipes REHD. & WILS. Diese Rose ist ein sehr großer, rankender Strauch mir bis zu 9 m Höhe. Ihre Triebe hängen bogenförmig über, sind unbehaart und mit hakigen, etwa 1 cm langen Stacheln bewehrt. Die Blätter haben fünf oder sieben elliptische oder elliptisch-lanzettliche Blättchen von bis zu 8,9 cm Länge und bis zu 5 cm Breite und sind in der Jugend kupferfarben, später grün. Rhachis und Blattstiel sind unbehaart, spärlich stachelig und manchmal drüsig. Die Blätter sind oberseits unbehaart, unterseits meist unbehaart und etwas drüsig. Die Nebenblätter sind schlank und mit Drüsen gefranst. Die duftenden weißen Blüten erblühen Ende Juni oder im Juli aus cremfarbenen Knospen in mehreren doldentraubigen Schirmrispen am Ende der Seitenzweige. Sie sind etwa 2,5 cm breit, die endständigen Rispen erreichen zusammen aber bis zu 30 cm Durchmesser. Die Blütenstiele sind schlank, drüsig und nicht flaumig behaart, zwischen 2,5 bis 3,8 cm lang. Die Kelchblätter haben schlanke, etwas verbreiterte Spitzen und schlanke seitliche Anhängsel und sind auf dem Rücken etwas drüsig und flaumhaarig. Die Kronblätter sind verkehrteiförmig und überlappen nur wenig. Die zahlreichen Staubblätter haben goldgelbe Antheren. Die Griffel sind zu einer leicht behaarten Säule vereinigt und herausragend. Die Hagebutten sind breit ellipsoid bis kugelig und färben sich von orange zu karmesin-scharlachrot (BEAN, 1980). Die analysierte Probe stammt aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen. 2.1.2.3 Subgenus Platyrhodon Diese Gruppe enthält nur eine Art. Sie zeichnet sich durch schuppige, abblätternde Rinde, borstige Hagebutten und kleine Blätter aus. Das Hypanthium hat einen Blütenboden an der Basis, in dem die Samenanlagen eingefügt sind. Das unterscheidet sie von Rosa, bei denen die Samenanlagen am Boden und an den Wänden des Hypanthiums liegen. Die einzige Art R. roxburghii wird gelegentlich auch zur Untergattung Rosa gezählt (BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980). Theoretische Grundlagen 24 Aus Asien: Rosa roxburghii TRATT. Dieser Busch ist sehr robust und wird bis zu 3 m hoch und breit. Die abblätternde Rinde ist rehbraun. Die Zweige sind steif und mit wenigen, kräftigen Stacheln paarweise besetzt. Die 5 bis 10 cm langen Blätter setzen sich aus vielen (neun bis neunzehn) Blättchen zusammen. Diese sind elliptisch, eiförmig oder länglicheiförmig, bis zu 2,5 cm lang und meist unbehaart, evtl. unterseits flaumig. Sie sind einfach gesägt. Die Rhachis ist flaumhaarig und mit wenigen Stacheln besetzt. Die zartrosa Einzelblüten sind bis 7,5 cm breit und duften angenehm. Blütenstiele und Hypanthium sind stachelig. Die Kelchblätter sind breiteiförmig, fiederteilig und flaumhaarig. Die Hagebutten sind sehr stachelig, gelblich-grün und duftend. Sie sind abgeflacht tomatenförmig und mit 3,8 cm Durchmesser recht groß (BEAN, 1980). Die analysierten Hagebutten wurden im BGJ gesammelt. 2.1.2.4 Subgenus Hesperhodos Diese Untergattung enthält zwei nordamerikanische Arten. Wichtige Merkmale sind das Hypanthium ohne Diskus und die kugeligen, stacheligen Hagebutten. Die Pflanzen haben viele kleine Stacheln und kleine Blätter (BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980). Aus Nordamerika Rosa stellata WOOTON Der Strauch erreicht eine Höhe von 0,6 m, hat schlanke grüne Triebe und einen lockeren Wuchs. Junge Triebe sind dicht mit feinen Härchen bedeckt und mit geraden, schlanken, blassen Stacheln bewehrt. Unter diese mischen sich winzige Stacheln und gestielte Drüsen. Theoretische Grundlagen 25 Die Blätter sind bis zu 3,8 cm lang und aus drei oder fünf Blättchen zusammengesetzt. Diese sind dreieckig oder keilförmig und hauptsächlich oder nur am breiten Ende mit großen Zähnen gesäumt. Sie sind derb und bis 1,3 cm lang. Die Oberseite ist glatt und mattgrün, die Unterseite gräulich und leicht behaart. Die Rhachis ist drüsig-flaumhaarig. Die Einzelblüten sind bis zu 6,4 cm im Durchmesser und zartrosa. Die Petalen sind verkehrt-herzförmig und tief und grob gekerbt. Die Antheren sind gelb. Das kugelige Hypanthium ist von blassen Stacheln bedeckt. Die Kelchblätter sind 1,3 cm lang und lanzettförmig. Zwei Abbildung 14: Hagebutten von R. stellata “Myrifica”; Q:B&D von ihnen sind fiederteilig gelappt und haben eine löffelähnliche Spitze. Die Außenseite ist drüsig und stachelig, die Ränder sind wollig behaart. Die Hagebutten sind halbkugelig mit abgeflachter Spitze und nicht fleischig. Sie sind stachelig und bräunlich rot. Die bleibenden Kelchblätter krönen die Spitze der 1,3 cm breiten Butten (BEAN, 1980). Die analysierten Hagebutten von R. Europa-Rosarium Sangerhausen gesammelt. stellata “Myrifica” wurden im Theoretische Grundlagen 26 2.2 Die Carotinoide 2.2.1 Vorkommen und Funktion Carotinoide sind fettlösliche farbige Pigmente, die im Pflanzenreich sowohl in allen grünen Blättern als auch in gelben, orangen und roten Früchten (also ubiquitär) enthalten sind. Ihr Name leitet sich von der Karotte (Daucus carota) ab, aus der die ersten Carotinoide extrahiert wurden. Mit ca. 600 verschiedenen natürlich vorkommenden Vertretern stellen sie die größte Gruppe natürlicher Pigmente dar. In den Blättern sind sie akzessorische Pigmente des Fotosyntheseapparates. Sie erweitern das Spektrum des eingefangen Lichtes. Zusätzlich haben sie eine wichtige Schutzfunktion: Sie „quenchen“ (engl. to quench: löschen, unschädlich machen) Reaktive Sauerstoffspezies (ROS), z.B. Singulett-Sauerstoff 1O2, die bei der Fotosynthese entstehen. Dadurch wird eine Fotooxidation des Chlorophylls verhindert und auch andere Moleküle geschützt. In Früchten kommt Carotinoiden hauptsächlich Signalfunktion zu. Die leuchtende Farbe der Früchte lockt Tiere, die als Verbreiter der Samen dienen (siehe Abschnitt zu den Hagebutten). Tiere und Menschen können Carotinoide nicht selbst synthetisieren, sind aber in der Lage, die mit der Nahrung aufgenommenen Carotinoide im eigenen Stoffwechsel in eigene Metabolite umzuwandeln. Die wichtigste Funktion kommt im Rahmen dessen den Carotinoiden als Vorstufen zum Vitamin A zu. Darüber hinaus agieren Carotinoide auch im menschlichen Körper als Antioxidantien, indem sie ROS binden und so Zellschädigungen vermeiden helfen. Sie verhindern durch Binden von freien Radikalen die oxidative Degeneration der Lipide in Zellmembranen und im Blut. Dadurch beugen sie Herz- und Gefäß-Krankheiten vor (BÖHM, 2007). Theoretische Grundlagen 27 2.2.2 Chemie und Struktur Chemisch sind Carotinoide Terpene. Die Terpene gehören zur großen Gruppe der sekundären Pflanzenstoffe; sind also Metabolite, die nicht direkt dem Wachstum und der Entwicklung der Pflanzen dienen und nicht in jeder Zelle vorhanden sind. Oft haben sekundäre Pflanzenstoffe aber große Bedeutung für den Menschen, sei es als Duft- oder Arzneistoffe oder in einer anderen Verwendung. Terpene bestehen immer aus C5-Einheiten (Isoprenoid-Einheiten), alle Carotinoide aus 8 von diesen. Sie besitzen also immer 40 Kohlenstoffatome und werden Tetraterpene genannt. Die konjugierten Doppelbindungen der Carotinoide sind verantwortlich für ihre Farben. Der Bereich der Moleküle, der diese alternierenden Doppel- und Einfachbindungen aufweist, absorbiert bestimmte Bereiche des Lichtes und gibt diese wieder ab. Die meisten Carotinoide kommen in verschiedenen (geometrischen) Konfigurationen vor. Dargestellt wird hier, mit Ausnahme des Lycopins, die (all-E)Konfiguration. Es lassen sich zwei Gruppen von Carotinoiden unterscheiden: die Carotine, reine Kohlenwasserstoffe, und deren sauerstoffhaltigen Derivate, die Xanthophylle. Folgend werden die für diese Arbeit nachgewiesenen Carotinoide kurz vorgestellt. relevanten, in den Hagebutten Theoretische Grundlagen 28 2.2.3 Die Carotinoide im Einzelnen 2.2.3.1 Carotine Das Lycopin stellt die Grundstruktur (auch in der Bio-Synthese) der Carotinoide dar, eine Kette von 40 Kohlenstoffatomen mit alternierenden Einzel- und Doppelbindungen und assoziierten Wasserstoffatomen (in der Strukturformel nicht dargestellt). Das Molekül ist im Grunde symmetrisch, eine Seite allerdings „auf den Kopf gestellt“. (all-E) - Lycopin (15Z) - Lycopin (13Z) - Lycopin (9Z) - Lycopin (5Z) - Lycopin Abbildung 15: Strukturformeln des (all-E)–Lycopins und ausgewählter (Z)-Lycopin-Isomere Theoretische Grundlagen 29 Lycopin ist das charakteristischste Carotinoid in Tomatenfrüchten, es kommt aber auch in vielen anderen roten Früchten vor (BRITTON er al, 2002). Eine gute Quelle stellt auch die Hagebutte dar (LASKE et al., 2006). GIOVANNUCCI (1999) beschreibt, dass das Risiko, an verschiedenen Krebsarten zu erkranken, durch die Aufnahme von Lycopin verringert wird. Besonders stark ist die vorbeugende Wirkung bei Prostata-, Lungen- und Magenkrebs. Aber auch Krebserkrankungen von Pankreas, Dickdarm und Rektum, Speiseröhre, Mundhöhle, Brust und Muttermund werden eventuell weniger wahrscheinlich. Die Lycopin-Struktur kann an einem oder beiden Enden zu Ringstrukturen umgebildet werden und so weitere Carotine formen. Das β-Carotin weißt an beiden Enden den so genannten ‚β-Ring’ auf und ist wie das Lycopin symmetrisch. Es ist das am weitesten verbreitete Carotin und wichtiges Pro-Vitamin A. Durch die symmetrische Struktur entstehen aus einem β-Carotin-Molekül zwei Moleküle Vitamin A. Es gehört zu den akzessorischen Pigmenten im Fotosyntheseapparat und ist somit in allen grünen Blättern zu finden. Blattgemüse, aber auch Möhren, sind gute β-Carotin-Quellen (BRITTON et al., 2002). Abbildung 16: (all-E) – β – Carotin Abbildung 17: (all-E) – α – Carotin Das α-Carotin unterscheidet sich vom β-Carotin nur durch die Lage einer Doppelbindung. Einer der beiden Ringe wird dadurch zu einem so genannten ‚ε-Ring’; das α-Carotin wird unsymmetrisch. Dieses Carotin fungiert ebenfalls als Pro-Vitamin A, bildet aber nur ein Molekül des Vitamins. Es ist im Pflanzenreich Theoretische Grundlagen 30 weit verbreitet, kommt oft zusammen mit β-Carotin vor, allerdings meist in relativ geringen Mengen. α-Carotin-reiche Nahrungsmittel sind Blattgemüse und Karotten (BRITTON et al., 2002). 2.2.3.2 Xanthophylle Xanthophylle entstehen durch Assoziation von Carbonyl- oder Hydroxylgruppen an Carotin-Strukturen. Lutein ist eines der Hauptcarotinoide in Chloroplasten, kann also über jedes grüne Blattgemüse aufgenommen werden. Es ist asymmetrisch, mit einem β- und einem ε- Ring. An beiden Ringen ist eine OH-Gruppe assoziiert (BRITTON et al., 2002). Zeaxanthin wurde in Zea mays zuerst isoliert und stellt eines der Hauptcarotinoide dieser Pflanze dar, ist aber auch in anderen Pflanzen, besonders Früchten, zu finden. Mit zwei β-Ringen zählt es zu den symmetrischen Xanthophyllen (BRITTON et al., 2002). Beide Carotinoide findet man in der Netzhaut des menschlichen Auges. Dort tragen sie durch ihre antioxidativen Fähigkeiten möglicherweise zum Schutz vor Schädigungen durch kurzwelliges Licht bei (KRINSKY, 2002). OH HO Abbildung 18: (all-E) – Lutein OH HO Abbildung 19: (all-E) – Zeaxanthin Theoretische Grundlagen 31 Das β-Cryptoxanthin unterscheidet sich vom Zeaxanthin durch das Fehlen einer OH-Gruppe an einem Ring, ist also nicht symmetrisch. Es kommt in vielen Früchten in geringen Mengen vor (BRITTON et al., 2002). HO Abbildung 20: (all-E) – β – Cryptoxanthin Rubixanthin weist nur einen geschlossenen β-Ring auf und nur eine OH-Gruppe. Es entspricht der Struktur von β-Cryptoxanthin bis auf einen nicht geschlossenen Ring. Es kommt nach BRITTON et al. (2002) als Hauptcarotinoid in den Hagebutten der Rosen vor, besonders in Rosa rubiginosa, wie der Name des Xanthophylls schon sagt. Außerhalb der Rosaceae wurde das Xanthophyll noch nicht extrahiert (BRITTON et a., 2002). HO Abbildung 21: (all-E) – Rubixanthin Material und Methoden 32 3. Material und Methoden 3.1 Vorbereitung der Proben Aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen, dem Neuen Botanischen Garten in Göttingen, der Sammlung Volker Wissemanns in Göttingen und aus dem Botanischen Garten in Jena wurden Hagebutten von insgesamt 70 verschiedenen Rosen zusammengetragen. Die Hagebutten wurden nach dem Sammeln entkernt, von Härchen befreit und bei -30°C eingefroren. Im gefrorenen Zustand wurden die Proben mit einem Mixer homogenisiert und bis zur Aufarbeitung wieder eingefroren. 3.2. Analytische Methoden 3.2.1 Extraktion der Carotinoide aus den Hagebutten Die Proben wurden bei wenig Licht meist dreifach 1 aufgearbeitet. Dazu wurde die homogenisierte Probe aufgetaut und jeweils ca. 1 Gramm in einen Erlenmeyerkolben mit Schliff (50 ml) eingewogen. Der Probe wurde dann im Kolben etwas Magnesiumoxid zugesetzt, um Wasser und organische Säuren zu binden. Als interner Standard wurden 500 μl (all-E)-β-apo-8`-Carotinal-Lösung hinzugegeben. Die Probe wurde darauf in 35 ml eines Lösungsmittelgemischs (MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT)) 5 min mit Hilfe eines UltraTurrax extrahiert. Der UltraTurrax homogenisierte die Probe mit sehr hoher Drehzahl nochmals. Die Probe befand sich während dieser Zeit auf Eis, um eine zu starke Erwärmung durch das Mixen zu verhindern. Im Anschluss an die Extraktion wurde die Probe 5 min stehen gelassen und danach der Überstand über einen Büchnertrichter unter Vakuum filtriert. Extraktion und Filtrierung wurden 2 Mal wiederholt, um alle Carotinoide aus dem Probenmaterial herauszulösen. Die vereinigten Filtrate wurden in einen BraunglasMeist dreifach, in Einzelfällen aus Mangel an Probenmaterial zweifach; eine entsprechende Aufstellung findet sich im Anhang in Tabelle 2. 1 Material und Methoden 33 Rundkolben überführt und darin mittels eines Rotationsverdampfers im 30 bis 35°C warmen Wasserbad auf ca. 10 ml eingeengt. Darauf wurde der Extrakt in einen 50 ml Spitzkolben aus Braunglas überführt und darin bis zur Trockne eingedampft. Der Rückstand wurde in 5 min mit wenig MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT) im Ultraschallbad gelöst und in einem 10ml-Braunglas-Messkolben mit MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT) auf 10 ml aufgefüllt. Die Proben wurden 5 min mit 5000 U/min zentrifugiert, um eventuelle Hagebuttenund MgO-Rückstände abzutrennen. Zusätzlich wurden sie mit einem Spritzenfilter filtriert. Danach wurde je ca. 1 ml in Braunglas-Vials überführt und mittels HPLC analysiert. Jede Probe wurde außerdem verseift (siehe 3.2.2). 3.2.2 Verseifung der Hagebutten-Extrakte Xanthophyllesther überlagern sich im HPLC-Chromatogramm mit (Z)-Lycopin-Isomeren, so dass die Auswertung dessen schwer bis unmöglich wird. Um die Xanthophyllesther zu spalten, wurden die Proben nach dem folgend beschriebenem Verfahren verseift. Allerdings wurden andere Carotinoide dabei teilweise abgebaut. 2 ml jedes wie unter 3.2.1 hergestellten Hagebuttenextraktes wurden mit 1 ml 10%-iger methanolischer KOH in einem verschraubbaren Reagenzglas unter ständigem Schütteln und unter Lichtausschluss 1 h verseift. Anschließend wurden 0,5 ml HPLC-Wasser und 2 ml Petrolether hinzugegeben und 1 min geschüttelt. Nach dem Zentrifugieren für 1 min bei 5000 U/min, welches eine Phasentrennung bewirkt, wurde die obere Phase mit einer Pasteurpipette abgenommen und in ein neues Reagenzglas überführt. Die Extraktion mit 2 ml Petrolether wurde so oft wiederholt, bis die obere Phase farblos ist. Die vereinigten Extrakte wurden darauf mit HPLC-Wasser neutral gewaschen. Der pH-Wert wurde mit pH-Test-Papier überprüft. Die neutral gewaschene Petroletherphase wurde in einen Braunglas-Spitzkolben überführt und am Rotationsverdampfer (30 bis 35°C Wasserbadtemperatur) bis zur Trockne eingedampft. Der Rückstand wurde in MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT) im Ultraschallbad gelöst. Die Lösung wurde Material und Methoden 34 im 2-ml-Messkolben mit MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT) auf 2 ml aufgefüllt. Nach fünfminütigem Zentrifugieren bei 5000 U/min und filtern mit Spritzenfiltern wurde ca. 1 ml der Probenlösungen in Vials abgefüllt und mittels HPLC analysiert. m Abbildung 22: HPLC-Chromatogramm eines unverseiften (oben) und eines verseiften (unten) Hagebuttenextraktes; a = (all-E)-Lutein, b = (all-E)-Zeaxanthin, c = β-apo-8`-Carotinal, d = (all-E)- β-Cryptoxanthin, e = (13Z)-β-Carotin, f = (all-E)-Rubixanthin, g = (all-E)-β-Carotin, h = (9Z)-β-Carotin, i = (Z)-Lycopin-Isomer I, j = (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe, k = (Z)-Lycopin-Isomer II, l = (all-E)-Lycopin, m = Xanthophyllesther überlagern (Z)-Lycopin-Isomere Die Abbildung 22 zeigt die Überlagerung von Xanthophyllesther und (Z)-Lycopin-Isomeren in der unverseiften Probe und die Auftrennung der Esther in Material und Methoden 35 der verseiften Probe. Gut erkennbar ist auch der Abbau des internen Standards (all-E)-β-apo-8`-Carotinal und von (9Z)-β-Carotin durch das Verseifen. 3.2.3 Bestimmung der Carotinoid-Gehalte Die wie beschrieben hergestellten Extrakte wurden flüssigchromatographisch auf einer C30 -Säule in die einzelnen enthaltenen Verbindungen aufgetrennt. Die Detektion erfolgte durch einen Diode Array Detector. Um die Retentionszeiten einzelnen Substanzen zuordnen zu können, wurden zu Beginn jeder Analyse Standards gemessen, mit deren Retentionszeiten die der Probensubstanzen verglichen wurden. Die Bestimmung der Quantität der einzelnen Carotinoide erfolgte durch Auswerten der Peak-Flächen. Dabei wurde die Wiederfindungsrate des internen Standards (all-E)-β-apo-8`-Carotinal einbezogen. Die genauen HPLC-Daten sind im Anhang aufgeführt. 3.2.4 Bestimmung der Trockenmassen Da Hagebutten unterschiedliche Wassergehalte haben, wurde zur besseren Vergleichbarkeit der Daten die Trockenmasse (TM) der einzelnen Proben bestimmt. Die Bestimmung wurde meist (bei genügend vorhandenem Probenmaterial) zweifach 2 wie folgend dargestellt durchgeführt. Aus Mangel an Probenmaterial konnten nicht mehr als zwei Messungen vorgenommen werden. Ca. 30 g Seesand wurden in ein Porzellangefäß eingewogen und 1 h bei 103 ± 2 °C im Trockenschrank vorgetrocknet. Die Gefäße kühlten im Ekksikator aus und wurden dann mit einem Glasstab gewogen. Darauf wurden ca. 2 g der Probe eingewogen und mit dem Glasstab gut mit dem Sand verrührt, um eine möglichst große Oberfläche der Probe zu erreichen. Nun wurden die Gefäße für 4 h in den Trockenschrank (103 ± 2 °C) gestellt und nach etwa der Hälfte der Zeit nochmals gut mit dem Glasstab verrührt. Nach den 4 h wurde die Probe im Ekksikator abgekühlt und gewogen. Die Trocknung wurde über Nacht fortgesetzt 2 Eine Tabelle zur Anzahl der Bestimmungen befindet sich im Anhang. Material und Methoden 36 und die Proben am nächsten Morgen nach Abkühlen im Ekksikator ein letztes Mal gewogen (RW). Aus dem Leergewicht (LG, in g), der Einwaage (EW, in g) und der Rückwaage (RW, in g) wurde die Trockenmasse (TM, g/g FM) berechnet: TM = RW – LG EW Alle Carotinoid-Gehalte werden in mg/100 g TM angegeben. 3.2.5 Statistische Auswertung Aus den Peak-Flächen der Chromatogramme wurden die Gehalte an den einzelnen Carotinoiden für jede Probe ermittelt. Für die Gehaltbestimmung der Xanthophylle ((all-E)-Lutein, (all-E)-Rubixanthin), (all-E)-Zeaxanthin und (all-E)-β-Cryptoxanthin) und der (Z)-Lycopin-Isomere wurden die Peak-Flächen der Chromatogramme der verseiften Proben verwendet; für die restlichen Carotine ((all-E)-Lycopin), (all- E)-α-Carotin) (13Z)-β-Carotin, wurden die (all-E)-β-Carotin, Chromatogramme der (9Z)-β-Carotin unverseiften und Proben ausgewertet. Eine Ausnahme bildet die R. moschata. Diese Probe enthielt keine Esther und wurde ganz unverseift ausgewertet. Aus den Daten wurde mit Hilfe von Microsoft Excel 2003 der Mittelwert (MW), die Standardabweichung (STABW) und der Variationskoeffizient (VK) für jeden Gehalt errechnet. Überschritt der Variationskoeffizient 15 %, wurde die Analyse wiederholt. Mit dem Statistikprogramm SPSS 13.0 for Windows wurden die Proben aufgrund ihrer Carotinoid-Gehalte in Gruppen aufgeteilt. Dazu wurden Clusteranalysen nach der Ward’s Method durchgeführt. „Mit dieser Methode werden zuerst die Mittelwerte für jede Variable innerhalb der einzelnen Cluster berechnet. Anschließend wird für jeden Fall die Quadrierte Euklidische Distanz zu den Cluster-Mittelwerten berechnet. Diese Distanzen werden für alle Fälle summiert. Bei jedem Schritt sind die beiden zusammengeführten Cluster diejenigen, die die geringste Zunahme in der Gesamtsumme der quadrierten Distanzen innerhalb der Gruppen ergeben.“ (RAUCH, 2007) Ergebnisse 37 4 Ergebnisse 4.1 Trockenmasse Von zwei Proben, R. beggeriana und R. beggeriana var. glabrata, konnte die Trockenmassebestimmung nur einfach durchgeführt werden. Die Standardabweichung wird für diese also nicht aufgeführt. In Tabelle 3 im Anhang sind die ermittelten Trockenmassen zusammengestellt. Es wurden TM zwischen 0,22 und 0,40 g/g FM gemessen. 4.2 Carotinoide In den Proben konnten im unverseiften Zustand (13Z)-β-Carotin, (all-E)-β-Carotin, (9Z)-β-Carotin, (all-E)-α-Carotin und (all-E)-Lycopin nachgewiesen werden. Nach dem Verseifen konnten (all-E)-Lutein, (all-E)-Zeaxanthin, (all-E)-β-Cryptoxanthin, (all-E)-Rubixanthin und verschiedene (Z)-Lycopin-Isomere quantifiziert werden. Im Rahmen dieser Examensarbeit war eine eindeutige Identifizierung der einzelnen (Z)-Lycopin-Isomere leider noch nicht möglich. Beim hier als „(Z)-Lycopin-Isomer I“ bezeichneten Isomer handelt es sich entweder um das (13Z)- oder das (15Z)-Lycopin. Das „(Z)-Lycopin-Isomer II“ genannte Isomer war zum Zeitpunkt der Analyse im Rahmen dieser Arbeit noch nicht identifiziert. Die „(Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe“ setzt sich aus dem (5Z, 9´Z)-Lycopin, (9Z)-Lycopin und (5Z, 9Z)-Lycopin zusammen. Diese drei Isomere liegen im Chromatogramm stets sehr nah beieinander und/oder überlappen einander und sind nur als Gruppe auswertbar (Abbildung 22, j). In der unverseiften Probe betrug die Wiederfindungsrate des internen Standards β-apo-8`-Carotinal zwischen 92,3 % und 128,1 %. Ergebnisse 38 “Bourgogne” Interplant (all-E)-Lutein * R. filipes R. nitida R. caesia (all-E)Zeaxanthin * R. moschata R. sicula (all-E)-βCryptoxanthin * R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii (13Z)-βCarotin R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata (all-E)-αCarotin R. spinosissima Grand R. roxburghii (all-E)-βCarotin R. spinosissima R. arvensis R. elliptica (9Z)-βCarotin R. majalis R. mollis R. rubiginosa (all-E)Rubixanthin * R. canina R. pendulina (Z)-LycopinIsomer I * R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. (Z)-LycopinIsomerenGruppe * R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG (Z)-LycopinIsomer II * R. micrantha R. persica 0 50 100 150 200 (all-E)250 Lycopin Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 23: Überblick über den Gehalt [mg/100gTM] an Carotinoiden in den einzelnen Arten Ergebnisse 39 Auffällig ist, dass die meisten Carotinoide, wenn sie nachweisbar sind, auch in allen oder den meisten Proben nachweisbar sind. Varianzen ergeben sich eher in den nachweisbaren Mengen. Alle ermittelten Gehalte sind im Anhang in den Tabellen 4 bis7 dargestellt. Zusätzlich wurden die Gehalte der Carotinoide in den einzelnen Proben für jedes untersuchte Carotinoid als Balkendiagramm graphisch dargestellt. Diese Diagramme finden sich im Anhang in den Abbildungen 25 bis 48, abwechselnd mit den zugehörigen Dendrogrammen. Eine graphische Darstellung aller Carotinoid-Gehalte für alle Rosenarten zeigt die Abbildung 23 auf Seite 38. Der höchste Gehalt an (Gesamt)-Lycopin wurde mit 175,21 ± 16,14 mg/100 g TM aus R. multiflora extrahiert, obwohl die Probe kein (Z)-Lycopin-Isomer II enthielt. Die R. beggeriana var. glabrata enthielt alle Lycopin-Isomere und insgesamt 143,06 ± 46,12 mg/100 g/TM Lycopin. Mit 17,45 ± 0,37 mg/100 g TM wurde bei R. canina der geringste (Gesamt)-Lycopin-Gehalt unter den Proben ermittelt, die alle Lycopin-Isomere enthielten. R. stellata “Myrifica”, R. spinosissima “Grandiflora”, R. spinosissima, R. roxburghii und R. persica enthielten keinerlei nachweisbare Lycopin-Isomere. Bei R. moschata konnten 0,32 ± 0,02 mg /100 g TM (all-E)-Lycopin nachgewiesen werden, aber keine (Z)-Lycopin-Isomere. R. filipes enthielt insgesamt 9,27 ± 0,61 mg/100 g TM Lycopin, das sich aus (Z)-Lycopin-Isomer I und (all-E)-Lycopin zusammensetzte. Den größten Anteil am (Gesamt)-Lycopin-Gehalt hatte stets das (all-E)-Lycopin, wie es auch das mengenmäßig auffälligste unter allen Carotinoiden war. Der Gehalt an (all-E)-Lycopin (R. moschata) und 164,19 ± lag zwischen 0,32 ± 0,02 mg/100 g TM 15,66 mg/100 g TM (R. multiflora). (Z)-Lycopin- Isomer I konnte im Bereich von 0,74 ± 0,08 mg/100 g TM (R. agrestis) bis 17,16 ± 0,92 mg/100 g TM (R. pendulina) nachgewiesen werden. Die Gehalte der (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe lagen im Bereich von 0,38 ± 0,04 mg/100 g TM (R. agrestis) bis 5,71 ± 0,38 mg/100 g TM (Z)-Lycopin-Isomer II wurden (R. arvensis) 17,12 ± 1,37 mg/100 g TM nachgewiesen. und Gehalte (R. pendulina). zwischen Von 0,21 ± 0,04 mg/100 g TM (R. beggeriana var. glabrata) Ergebnisse Die 40 verschiedenen β-Carotin-Isomere aus (13Z)-β-Carotins R.arkansana SGH allen Proben enthielten dieses konnten isoliert mit Ausnahme des R. persica und werden. Isomer nicht. Der geringste (Gesamt)-β-Carotin-Gehalt wurde mit 1,11 ± 0,05 mg/100 g TM bei R. persica ermittelt, der höchste mit 47,07 ± 2,16 mg/100 g TM bei R. beggeriana. Ausschlaggebend für den (Gesamt)-β-Carotin-Gehalt war das (all-E)-β-Carotin. Es hatte stets den größten Anteil daran und ist in allen Proben enthalten. Der größte und geringste Wert fallen auch hier mit 40,93 ± 1,76 mg/100 g TM auf R. beggeriana und mit 0,91 ± 0,04 mg/100 g TM auf R. persica. Der geringste Gehalt an (13Z)-β-Carotin beträgt 0,24 ± 0,03 mg/100 g TM (R. roxburghii), der höchste 5,27 ± 0,20 mg/100 g TM (R. beggeriana). Ähnlich sind die Werte des der (9Z)-β-Carotin: höchste (R. spinosissima “Grandiflora”), ermittelte der liegt bei 6,62 ± 0,34 g/100 g TM niedrigste bei 0,21 ± 0,01 g/100 g TM (R. persica). Das (all-E)-α-Carotin war nur in 4 Proben nachzuweisen: in R. canina, R. roxburghii, R. arvensis und R. multiflora, wobei der geringste Gehalt 0,21 ± 0,04 mg/100 g TM, der höchste Gehalt 2,08 ± 0,09 mg/100 g TM betrug. Sowohl (all-E)-Lutein als auch (all-E)-Zeaxanthin wurden in allen Proben nachgewiesen. Der 0,46 ± 0,05 mg/100 g TM geringste Gehalt (R. sweginzowii), an der (all-E)-Lutein höchste gemessene betrug war 6,49 ± 0,18 mg/100 g TM (R multiflora). Die Spanne beim (all-E)-Zeaxanthin ist deutlich größer: sie reicht von 0,30 ± 0,04 mg/100 g TM (R. stellata “Myrifica”) bis 80,89 ± 11,11 mg/100 g (R. beggeriana). (all-E)-β-Cryptoxanthin konnte in R. arvensis, R. moschata und R. stellata “Myrifica” nicht nachgewiesen werden. Die ermittelten Werte der anderen Proben bewegen sich im Bereich von 0,08 ± 0,01 mg/100 g (R. persica) bis 16,82 ± 0,40 mg/100 g (R. rugosa f. regeliana). In fünf der Proben wurde kein (all-E)-Rubixanthin nachgewiesen: R. persica, R spinosissima, R. spinosissima “Grandiflora“, R stellata “Myrifica” und R. multiflora. R. roxburghii hatte mit 0,27 ± 0,95 mg/100 g den geringsten Gehalt. Den höchsten Gehalt hatte mit 42,00 ± 1,59 mg/100 g die R. rugosa f. regeliana. Ergebnisse 41 4.3 Clusteranalyse Die Ergebnisse der Clusteranalyse wurden als Dendrogramme dargestellt. Die Dendrogramme für die einzelnen Carotinoide sind im Anhang in den Abbildungen 25 bis 48 (alternierend mit den zugehörigen Diagrammen) zu finden. Das Dendrogramm für alle Carotinoide ist hier zu sehen: CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ roxburghii stellata persica moschata agrestis canina spinos. g. sherardii caesia pendul. b elliptica rubiginosa tomentella arvensis micrantha jundzillii majalis mollis arkansa nbg nitida pendulina arkansa sgh rugosa rege spinosi filipes sweginzowii beggeria begger. g. sicula multiflora 17 19 1 26 8 10 18 5 27 30 14 11 23 15 2 24 13 12 3 28 9 20 4 16 29 22 7 6 25 21 òø òú òú òôòòòòòòòø òú ó òú ó ò÷ ó òø ó òú ùòòòòòø òú ó ó òú ó ó òú ó ó òôòø ó ó ò÷ ó ó ó òø ùòòòòò÷ ó òú ó ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø òôò÷ ó ó ò÷ ó ó òûòø ó ó ò÷ ùòòòø ó ó òø ó ó ó ó òôò÷ ó ó ó ò÷ ùòòòòòòò÷ ó òø ó ó òôòø ó ó ò÷ ùòòò÷ ó òòò÷ ó òûòòòø ó ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ òòòòò÷ Abbildung 24 : Dendrogramm der Clusteranalyse für den Gehalt an allen Carotinoiden Ergebnisse 42 SPSS hat die Proben nach der “Ward Methode“ in neun Cluster unterteilt. Die kleinsten Cluster beinhalten nur eine Art, die größten sieben Arten. Die Gruppen setzen sich wie folgt zusammen (Gruppen auf unterschiedlichen Splits sind durch Leerzeile getrennt: Gruppe 1: R. roxburghii, R. stellata „Myrifica“, R. persica, R. moschata, R. agrestis, R. canina und R. spinosissima „Grandiflora“ Gruppe 2: R. sherardii, R. caesia, R. pendulina “Bourgogne”, R. elliptica, R. rubiginosa, R. tomentella und R. arvensis Gruppe 3: R. micrantha, R. jundzillii, R. majalis und R. mollis Gruppe 4: R. arkansa NBG und R. nitida Gruppe 5: R. pendulina, R. arkansa SGH und R. rugosa f. regeliana Gruppe 6: R. spinosissima, R. filipes und R. sweginzowii Gruppe 7: R. beggeriana Gruppe 8: R. beggeriana glabrata und R. sicula Gruppe 9: R. multiflora Bei der Clusterung der Proben anhand ihres (all-E)-Lycopin-Gehalts entstanden fünf Gruppen, die zwischen einer und dreizehn Arten enthielten. Die Gruppenzusammensetzung ist wie folgt, wobei die Gruppen folgend immer aufsteigend vom geringsten zum höchsten Gehalt sortiert sind: Gruppe 1: R. spinosissima „Grandiflora“, R. stellata „Myrifica“, R. persica, R. roxburghii, R. moschata, R. spinosissima, R. agrestis und R. filipes Gruppe 2: R. canina, R. beggeriana , R. arkansa SGH, R. rubiginosa, R. elliptica, R. rugosa f. regeliana, R. sherardii, R. arvensis, R. pendulina “Bourgogne”, R. sweginzowii, R. caesia, R. tomentella und R. pendulina Gruppe 3: R. arkansa NBG, R. mollis , R. micrantha, R. nitida, R. majalis und R. jundzillii Ergebnisse 43 Gruppe 4: R. beggeriana glabrata und R. sicula Gruppe 5: R. multiflora Es ergeben sich die folgenden vier Gruppen nach Gruppierung bezüglich (Z)-Lycopin-Isomer I- Gehalt: Gruppe 1: R. stellata „Myrifica“, R. moschata, R. persica, R. roxburghii, R. spinosissima, R. spinosissima „Grandiflora“und R. agrestis Gruppe 2: R. canina, R. pendulina “Bourgogne”, R. arkansa SGH, R. caesia, R. elliptica, R. sherardii, R. arvensis, R. micrantha, R. tomentella, R. rubiginosa, R. filipes, R. mollis, R. sweginzowii und R. jundzillii Gruppe 3: R. rugosa f. regeliana, R. majalis , R. sicula und R. multiflora Gruppe 4: R. beggeriana glabrata, R. beggeriana, R. arkansa NBG, R. nitida und R. pendulina Nach dem Gehalt an (Z)-Lycopin-Isomer II lassen sie die Rosen in 3 Gruppen aufteilen: Gruppe 1: R. canina, R. pendulina “Bourgogne”, R. arkansa SGH, R. arvensis, R. tomentella, R. moschata, R. filipes, R. persica, R. stellata „Myrifica“,R. multiflora, R. roxburghii, R. spinosissima „Grandiflora“,R. agrestis, R. spinosissima, R. jundzillii, R. caesia und R. mollis Gruppe 2: R. micrantha, R. rubiginosa, R. sherardii, R. sicula, R. elliptica, R. beggeriana, R. sweginzowii und R. rugosa f. regeliana Gruppe 3: R. beggeriana glabrata, R. nitida, R. arkansa NBG, R. majalis und R. pendulina Die Clusterung nach dem Gehalt an der (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe ergab die folgenden vier Gruppen: Gruppe 1: R. moschata, R. filipes, R. persica, R. spinosissima „Grandiflora“, R. stellata „Myrifica“, R. spinosissima und R. roxburghii Ergebnisse Gruppe 2: 44 R. rubiginosa, R. multiflora, R. majalis , R. jundzillii, R. sweginzowii, R. mollis, R. elliptica, R. caesia, R. tomentella, R. sherardii, R. pendulina “Bourgogne”, R. arkansa SGH, R. canina, R. arvensis, R. micrantha und R. agrestis Gruppe 3: R. beggeriana und R. pendulina Gruppe 4: R. arkansa NBG, R. nitida, R. beggeriana glabrata, R. sicula und R. rugosa f. regeliana Gruppiert nach dem (all-E)-β-Carotin- Gehalt ergeben sich diese fünf Gruppen: Gruppe 1: R. micrantha, R. sweginzowii, R. multiflora, R. canina, R. agrestis, R. pendulina “Bourgogne”, R. arvensis, R. rubiginosa, R. mollis und R. spinosissima „Grandiflora“ Gruppe 2: R. roxburghii, R. stellata „Myrifica“, R. moschata und R. persica Gruppe 3: R. filipes und R. beggeriana Gruppe 4: R. beggeriana glabrata, R. caesia, R. jundzillii, R. majalis, R. sherardii, R. pendulina, R. rugosa f. regeliana, R. elliptica und R. spinosissima Gruppe 5: R. arkansa SGH, R. arkansa NBG, R. tomentella, R. sicula und R. nitida Nach (13Z)-β-Carotin- Gehalt geclustert entstehen folgende fünf Gruppierungen: Gruppe 1: R. elliptica, R. arkansa SGH, R. persica, R. roxburghii, R. stellata „Myrifica“,R. moschata, R. agrestis und R. arvensis Gruppe 2: R. mollis, R. caesia, R. rubiginosa, R. micrantha, R. jundzillii, R. spinosissima, R. canina, R. pendulina “Bourgogne”, R. tomentella, R. rugosa f. regeliana, R. pendulina und R. sweginzowii Gruppe 3: R. sherardii, R. spinosissima „Grandiflora“, R. multiflora und R. majalis Gruppe 4: R. arkansa NBG, R. nitida, R. beggeriana glabrata und R. sicula Gruppe 5: R. filipes und R. beggeriana Ergebnisse 45 Aus dem (9Z)-β-Carotin-Gehalt ergibt sich diese Gruppierung: Gruppe 1: R. arvensis, R. jundzillii, R. micrantha, R. caesia, R. mollis, R. stellata „Myrifica“, R. moschata, R. rubiginosa, R. persica, R. sweginzowii, R. roxburghii, R. agrestis, R. pendulina “Bourgogne”, R. beggeriana, R. canina, R. elliptica, R. tomentella und R. sherardii Gruppe 2: R. spinosissima und R. spinosissima „Grandiflora“ Gruppe 3: R. rugosa f. regeliana, R. filipes und R. multiflora Gruppe 4: R. beggeriana glabrata, R. pendulina, R. majalis , R. sicula R. nitida, R. arkansa NBG und R. arkansa SGH Die Proben lassen sich nach ihrem (all-E)-α-Carotin-Gehalt in die folgenden drei Gruppen einteilen, wobei die erste Gruppe kein (all-E)-α-Carotin enthält: Gruppe 1: R. jundzillii, R. micrantha, R. caesia, R. mollis, R. majalis , R. sicula, R. stellata „Myrifica“, R. moschata, R. rubiginosa, R. persica, R. sweginzowii, , R. agrestis, R. pendulina “Bourgogne”, R. beggeriana, R. elliptica, R. tomentella, R. sherardii, R. spinosissima, R. spinosissima „Grandiflora“, R. nitida, R. rugosa f. regeliana, R. filipes, R. beggeriana glabrata, R. pendulina, R. arkansa NBG und R. arkansa SGH Gruppe 2: R. roxburghii, R. arvensis und R. canina, Gruppe 3: R. multiflora Diese vier Gruppen entstehen beim clustern bezüglich des (all-E)-Lutein-Gehalts: Gruppe 1: R. elliptica, R. caesia, R. rubiginosa, R. roxburghii, R. mollis, R. stellata „Myrifica“,R. pendulina, R. pendulina “Bourgogne”, R. spinosissima „Grandiflora“,R. nitida, R. sherardii, R. canina, R. spinosissima und R. sweginzowii Gruppe 2: R. beggeriana glabrata, R. sicula, R. micrantha, R. beggeriana, R. filipes R. majalis , R. persica, R. rugosa f. regeliana, R. tomentella Ergebnisse 46 Gruppe 3: R. arvensis, R. multiflora und R. moschata Gruppe 4: R. arkansa NBG, R. agrestis, R. arkansa SGH und R. jundzillii Nach dem Gehalt an (all-E)-Zeaxanthin gruppiert, arrangieren sich die Proben wie folgt: Gruppe 1: R. canina, R. rubiginosa, R. micrantha, R. jundzillii, R. sicula, R. mollis, R. tomentella, R. agrestis, R. elliptica, R. caesia, R. spinosissima „Grandiflora“, R. pendulina “Bourgogne”, R. sherardii, R. majalis , R. multiflora, R. persica, R. moschata, R. roxburghii, R. arvensis und R. stellata „Myrifica“ Gruppe 2: R. arkansa NBG, R. nitida, R. sweginzowii Gruppe 3: R. beggeriana glabrata, R. filipes, R. pendulina, R. arkansa SGH, R. spinosissima und R. rugosa f. regeliana, Gruppe 4: R. beggeriana Folgende vier Gruppen entstehen beim Clustern in Bezug auf den Gehalt an (all-E)-β-Cryptoxanthin: Gruppe 1: R. canina, R. rubiginosa, R. micrantha, R. jundzillii, R. sicula, R. mollis, R. tomentella, R. agrestis, R. elliptica, R. caesia, R. spinosissima „Grandiflora“, R. pendulina “Bourgogne”, R. filipes R. sherardii, R. majalis , R. multiflora, R. persica, R. moschata, R. roxburghii, R. arvensis, R. stellata „Myrifica“ und R. sweginzowii Gruppe 2: R. pendulina, R. arkansa SGH und R. beggeriana glabrata Gruppe 3: R. arkansa NBG, R. nitida, R. spinosissima und R. beggeriana Gruppe 4: R. rugosa f. regeliana Ergebnisse 47 Auch beim Gruppieren der Proben nach (all-E)-Rubixanthin-Gehalt entstehen vier Gruppen: Gruppe 1: R. stellata „Myrifica“, R. multiflora, R. persica, R. spinosissima, R. spinosissima „Grandiflora“,R. roxburghii, R. arvensis, R. moschata, R. agrestis und R. filipes Gruppe 2: R. canina, R. majalis, R. tomentella und R. elliptica Gruppe 3: R. arkansa NBG, R. mollis, R. rugosa f. regeliana, R. beggeriana glabrata, R. pendulina und R. arkansa SGH Gruppe 4: R. rubiginosa, R. micrantha, R. jundzillii, R. sicula, R. caesia, R. pendulina “Bourgogne”, R. sherardii, R. sweginzowii, R. nitida und R. beggeriana Die phylogenetische Relevanz dieser Ergebnisse wird im folgenden Kapitel diskutiert. Diskussion 48 5. Diskussion 5.1 Gehalte der Carotinoide Zu den Gehalten der Carotinoide liegt zum Vergleich die Arbeit von HOHBEIN (2007) vor. Sie untersuchte u.a. R. canina, R. rugosa, R. sherardii, R. caesia und R. pendulina, die 2005 gesammelt wurden. Die im Rahmen dieser Arbeit ermittelten Werte unterscheiden sich zum Teil sehr von denen von HOHBEIN ermittelten. Die Methoden dieser Arbeit gleichen denen von HOHBEIN, so dass dies als Varianz-Faktor ausgeschlossen werden kann. Die R.canina (von einem anderen Standort: Varel) enthält bei HOHBEIN mehr als das Dreifache an (Z)-Lycopin-Isomer I (7,76 ± 0,19 gegenüber 2,31 ± 0,12 mg/100 g TM), mehr als das Doppelte an (Z)-Lycopin-IsomerenGruppe (1,16 ± 0,08 gegenüber 0,48 ± 0,04 mg/100 g TM) und annähernd das Doppelte an (Z)-Lycopin-Isomer I (0,74 ± 0,05 gegen 0,38 ± 0,02 mg/100 g TM). Auch enthält die Probe von HOHBEIN mehr als doppelt so viel (all-E)-Lycopin (36,71 ± 2,03 gegenüber 14,28 ± 0,20 mg/100 g TM). Die β-Carotin-Werte hingegen sind sich eher ähnlich (1,24 ± 0,14 gegenüber 1,16 ± 0,05 mg/100 g TM beim (13Z)-β-Carotin; 18,80 ± 0,27 gegenüber 11,17 ± 0,52 mg/100 g TM beim (all-E)-β-Carotin; 1,07 ± 0,11 gegenüber 0,86 ± 0,06 mg/100 g TM (9Z)-β-Carotin). Die Werte der Xanthophylle weichen wiederum sehr ab: HOHBEINs Probe enthielt annähernd das Dreifache (5,55 ± 0,10 gegenüber 1,88 ± 0,10 mg/100 g TM) an (all-E)-Lutein, über das Doppelte an (all-E)-β-Cryptoxanthin (1,20 ± 0,03 gegenüber 0,50 ± 0,02 mg/100 g TM) und (all-E)-Rubixanthin (13,06 ± 0,23 gegenüber 5,84 ± 0,35 mg/100 g TM). Der (all-E)-Zeaxanthin-Gehalt ist annähernd gleich (7,38 ± 0,07 gegenüber 5,74 ± 0,33 mg/100 g TM). Die Gehalte der beiden R. rugosa (bezogen auf die Rose aus Varel bei HOHBEIN) unterscheiden sich jedoch im Ganzen relativ wenig voneinander. Die beiden R. sherardii unterscheiden sich vor allem in ihren Gehalten an (all-E)-Lycopin, (Z)-Lycopin-Isomer I, (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe, (9Z)-β-Carotin, (all-E)-Lutein und (all-E)-β-Cryptoxanthin. HOHBEINs Werte sind bei diesen Carotinoiden deutlich höher. Bei den nicht genannten sind die Werte annähernd gleich. Diskussion 49 Die R. caesia unterscheiden sich in den Gehalten an: (Z)-Lycopin-Isomer I, (Z)-Lycopin-Isomer II, (all-E)-Lycopin, (13Z)-β-Carotin und (all-E)-Lutein, wobei beim (Z)-Lycopin-Isomer II in der vorliegenden Arbeit deutlich mehr ermittelt wurde, bei den anderen Carotinoiden deutliche weniger. Diese großen Unterschiede lassen den Schluss zu, dass neben der genetischen Konstitution andere Bedingungen ausschlaggebend für die Quantität der Carotinoide in Hagebutten sind. 5.2 Untersuchung auf Phylogenetische Informationen Aufgrund der ubiquitären Verbreitung von Carotinoiden im Pflanzenreich ist keine große Variabilitätsbreite in der Gattung zu erwarten. Auch war die Evolutionszeit der Rosen relativ kurz, so dass zeitintensive Mechanismen wie Selektion und Nischenbildung kaum zur Entstehung von eigenen Stoffklassen in den Untergruppen geführt haben können. Der Reifegrad der Hagebutten hat nach LASKE et al. (2006) einen erheblichen Einfluss auf den Gehalt der Carotinoide. Während der Gehalt von (all-E)-Lycopin, den (Z)-Lycopin-Isomeren, (all-E)-β-Carotin, (9Z)-β-Carotin und (all-E)-β-Cryptoxanthin mit zunehmendem Reifegrad zunimmt, nimmt der Gehalt an (all-E)-Lutein ab. Ein genau gleicher Reifegrad aller untersuchten Hagebutten kann jedoch nicht gewährleistet werden, ist im Gegenteil sogar eher unwahrscheinlich. Zudem begegneten schon frühere Bemühungen, sekundäre Pflanzenstoffe zur Taxonomie von Rosa zu nutzen, Schwierigkeiten. Die Varianzen der Inhaltsstoffe waren entweder sehr gering oder spiegelten zu viele unbekannte Faktoren wieder (FIASSON, 2003). Auch der Vergleich mit anderen Werten (siehe 5.1) legt nahe, dass viele Faktoren neben der genetischen Ausstattung einer Pflanze bei der Ausprägung der Carotinoid-Gehalte eine Rolle spielen. Dementsprechend ist auch hier kein klares Bild zu erwarten. Die Gruppierungen werden vermutlich zum Teil phylogenetischen Zusammenhängen folgen, jedoch zu einem nicht unbeträchtlichen Teil auch die Standorte und deren Umweltbedingungen widerspiegeln. Viele der analysierten Pflanzen stammen Diskussion 50 allerdings von mehr oder weniger gleichen Standorten. Der Variabilität sollten also eher genetische Konstitutionen zu Grunde liegen als äußere Faktoren. 5.2.1 Gruppierungen nach Einzelkomponenten (all-E)-Lycopin Obwohl einige Rosen sehr hohe Gehalte, andere sehr geringe oder gar keinen Gehalt haben, geben die Strukturen keine Anhaltspunkte für phylogenetische oder geographische Gruppierungen. (Z)-Lycopin-Isomer I Die basale Gruppe 4 besteht nur aus Cinnamomeae und Carolinae, die zum selben Ast gehörende Gruppe 3 enthält zwei weitere Cinnamomeae, eine Caninae (R. sicula) und eine Synstylae (R. multiflora). Gruppe 2 enthält fast ausschließlich Caninae, die Gruppe 1 mit dem niedrigsten Gehalt setzt sich aus den übrigen Gruppen zusammen. Es zeigt sich also in der Tendenz eine Art Gefälle von den hoch dosierten Cinnamomeae und Carolinae, über die mittleren Gehalte bei den Caninae bis zu den niedrigen Gehalten beim Rest. (Z)-Lycopin-Isomer II Die Struktur ähnelt der des (Z)-Lycopin-Isomer I. Die Gruppe mit dem höchsten Gehalt setzt sich aus Cinnamomeae und Carolinae zusammen. Die mittlere Gruppe besteht aus Caninae und zwei Cinnamomeae (R. rugosa, R. sweginzowii). Die erste, niedrig dosierte Gruppe setzt sich aus dem Rest zusammen. Besonders hinsichtlich der Zusammengruppierung der Cinnamomeae und Carolinae erinnert die Struktur beider (Z)-Lycopin-Isomere stark an die phylogenetische Rekonstruktion anhand von nrITS-1-Daten von WISSEMANN & RITZ (2005). Die Caninae sind bei WISSEMANN & RITZ deutlicher als Gruppe abgesetzt, es findet sich aber auch eine bunt gemischte Gruppe mit dem Rest der Sektionen und Subgenera. Diskussion 51 (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe Der basale Ast (Gruppen 3 und 4) besteht (abgesehen von R. sicula, die sich in allen Dendrogrammen für eine Canina merkwürdig verhält) aus Cinnamomeae und Carolinae. Die Gruppe 2 besteht überwiegend aus europäischen und amerikanischen Arten, während die Gruppe mit dem geringsten Gehalt aus europäischen und asiatischen Arten besteht. Neben einer geringen geographischen Tendenz ist die erneute Zusammengruppierung von Cinnamomeae und Carolinae auffällig. (all-E)-β-Carotin Die Gruppierung zeigt keinerlei phylogenetische oder geographische Muster. Dieses Carotin scheint ein Beispiel für einen zwar grundlegend vorhandenen aber individuell ausgeprägten Inhaltsstoff zu sein. (13Z)-β-Carotin Sowohl geographische als auch phylogenetische Gruppen sind bei diesem Inhaltsstoff in allen Gruppierungen zusammenhangslos verteilt. Erwähnenswert ist die Zusammengruppierung von R. stellata, R. persica und R. roxburghii. (9Z)-β-Carotin Auffällig ist, dass fast alle europäischen Arten (Ausnahmen sind R. sicula und R. majalis), darunter alle Caninae, sich auf dem oberen Ast (Gruppe 1) befinden. Der untere Ast mit den höheren Gehalten (Gruppen 2 bis 4) besteht aus den Carolinae, Cinnamomeae und Pimpinellifoliae sowie einer Caninae (R. sicula). Geographische Bezüge lassen sich nur in sehr geringem Masse feststellen. Tendenziell enthalten die Caninae (außer der R. sicula) wenig (9Z)-β-Carotin, während die Carolinae und Cinnamomeae zu höheren Gehalten neigen. (all-E)-α-Carotin Dieses Carotin wurde nur viel Mal nachgewiesen. Die Rosen, die es enthalten (R. canina, R. arvensis, R. roxburghii, R. multiflora) lassen sich aber keiner gemeinsamen Gruppe, weder phylogenetisch noch geographisch, zuordnen. Diskussion 52 (all-E)-Lutein Die Gruppierungen folgen keinem phylogenetischen oder geographischen Muster. Das Carotinoid ist in allen Proben vorhanden. Es gehört möglicherweise zu den Stoffen, die zur Grundausstattung einer jeden Rose bzw. Hagebutte zählen. (all-E)-Zeaxanthin Die Struktur des Dendrogrammes ähnelt der der phylogenetischen Rekonstruktion anhand von cpDNA von WISSEMANN & RITZ (2005). Allerdings gruppierten sich dort die R. persica und die R. stellata eher basal in die Nähe von R. spinosissima und R. arkansana, während sie hier im oberen Ast unter den Caninae zu finden sind. Der obere Ast mit geringen (all-E)-Zeaxanthin - Gehalten (Gruppe 1) setzt sich überwiegend aus europäisch verbreiteten Arten zusammen. Der untere Ast (Gruppen 2 bis 4) enthält außer R. pendulina nur amerikanische und asiatische Arten. Zwar gehören die amerikanische R. stellata und die asiatische R. multiflora zur Gruppe mit wenig (all-E)-Zeaxanthin, dennoch haben die amerikanischen und asiatischen Arten in der Tendenz einen eher hohen (all-E)-Zeaxanthin – Gehalt. Möglicherweise stellt das Besitzen von (all-E)-Zeaxanthin in Europa einen Selektionsnachteil dar. (all-E)-β-Cryptoxanthin Der basale Ast (Gruppen 2 bis 4) mit hohem Gehalt setzt sich bis auf die R. spinosissima (Pimpinellifoliae) aus Arten der Sektionen Carolinae und Cinnamomeae zusammen. Eine Ausnahme bildet die R. majalis mit relativ geringem Gehalt. Ein hoher Gehalt an (all-E)-Cryptoxanthin scheint also typisch für Carolinae und Cinnamomeae zu sein. (all-E)-Rubixanthin Die Struktur erinnert mit der bunt gemischten Gruppe 1 an die Struktur der beiden (Z)-Lycopin-Isomere. Die Gruppierungen sind aber zu unscharf, um wirklich Tendenzen ablesen zu können. Interessant ist, dass nicht alle Rosen dieses nach BRITTON et al. (2002) Hauptcarotinoid der Rosen enthalten. Diskussion 53 5.2.2 Gruppierung nach Gehalten aller Carotinoide Der basale Ast (Gruppe 8 und 9; R. beggeriana glabrata, R. sicula, R. multiflora) entsteht durch die hohen Gehalte an (all-E)-Lycopin. Der untere Ast des oberen Splits (Gruppe 6 und 7) ist ein europäisch-asiatischer Ast. Der aus den Gruppen 4 und 5 bestehende Ast beinhaltet nur die europäisch-amerikanisch verbreiteten Cinnamomeae und Carolinae. Die oberen Gruppen enthalten überwiegend europäisch-asiatische Sippen. Die Gruppen 2 und 3 setzen sich insbesondere ausschließlich aus europäischen Arten der Sektionen Caninae und Cinnamomeae und der einzigen europäischen Synstylae (R. arvensis) zusammen. Interessant am oberen, gering dosierten Ast ist, dass auch hier in der Summe die R. persica, R. stellata und R. roxburghii zusammen gruppiert werden. 5.3 Phylogenetische Diskussion Subgenus Hulthemia Die einzige Art R. persica tritt hier niemals isoliert auf. Ihre Zugehörigkeit zu einer eigenen Untergattung ist seit dem diese 1824 von DUMORTIER beschrieben wurde, umstritten. Die isolierte Stellung wird mit der Reduktion des Fiederblattes zu einem einzelnen Blättchen ohne Stipeln begründet. Die Anzahl der Blättchen ist innerhalb der Rosen aber ohnehin sehr variabel. Die Annahme, die Reduktion sei Folge von Anpassung an heißes Klima in Zentral Asien wird u.a. von WISSEMANN & RITZ (2005) vertreten. Auch für eine Zugehörigkeit der R. persica zu Rosa spricht die Tatsache, dass sie mit Rosa-Arten hybridisiert. Die vorliegenden Daten unterstützen wie auch die molekularen Daten von WISSEMANN & RITZ (2005) eine Zugehörigkeit zum Genus Rosa und geben der Abspaltung hiervon keine Berechtigung. Allerdings lassen die Daten keine genauere Zuordnung zu. Auffällig ist die beständige Nähe von R. persica, R. stellata und R. roxburghii (Allerdings war dies bei den relativ gleichen, nicht reifenden Hagebutten mit sehr geringen Carotinoid-Gehalten auch zu erwarten.). Alle drei Arten haben Samenanlagen im fleischigen Blütenboden, was sie von Rosa, deren Diskussion 54 Samenanlagen am Rand und Boden des Hypanthiums eingefügt sind, unterscheidet und eine Verwandtschaft nahe legt. Die molekularen Daten von WISSEMANN & RITZ zeigen eine Stellung der R. persica als Schwester aller anderen untersuchten Arten an (cpDNA) oder ordnet sie zusammen mit R. stellata (Sungenus Hesperhodos) in eine große Gruppe gemischter Sektionen der Rosa ein (nrITS). Subgenus Hesperhodos Auch die einzige Art dieses Subgenus, R. stellata, tritt niemals isoliert auf einem Ast auf. Es lässt sich kein Hinweis darauf finden, dass die Rose eine von der Gattung Rosa isolierte Stellung einnimmt. Dies folgt auch den molekularen Daten von WISSEMANN & RITZ (2005), die eine Behandlung von Hesperhodos als Sektion anstelle eines Subgenus vorschlagen. Über die Feststellung, dass die Stellung nicht isoliert ist, hinaus, lässt sich keine Aussage über eine Einordnung machen. Einer Verwandtschaft mit R. roxburghii und R. persica würden die Daten jedoch wenigstens nicht widersprechen. Subgenus Platyrhodon Für R. roxburghii ist praktisch keine Aussage möglich. Diese Gruppe ist auch morphologisch und nach molekularen Daten schwer einzuordnen. WISSEMANN & RISS schlagen eine Einordnung in den Subgenus Rosa als eigene Sektion vor. Dies zumindest kann aufgrund der immer wieder mitten in Rosa liegenden Stellung in den Dendrogrammen unterstützt werden. Die Nähe der R. roxburghii zur R. stellata und R. persica in den Gehalten bleibt interessant, sollte aber auch nicht überbewertet werden. Die Hagebutten aller drei Arten reifen nicht, enthalten also natürlich sehr wenige Carotinoide. Unreife Butten der anderen Arten hätten wahrscheinlich zu ähnlichen Ergebnisses geführt. Dies legt die R. moschata nahe: sie wies bei den ebenfalls grünen Hagebutten ebenso sehr geringe Carotinoid-Gehalte auf. LASKE et al. (2005) zeigten ja auch, dass die Gehalte an Carotinoiden vom Reifegrad der Hagebutten abhängen. Diskussion 55 Subgenus Rosa Sektion Pimpinellifoliae Die beiden untersuchten R. spinosissima und R. spinosissima “Grandiflora” verhalten sich bemerkenswert. Bei allen Lycopin-Isomeren sind sie in gemeinsamen Gruppen zu finden. Beim (all-E)-β-Carotin jedoch findet sich die “Grandiflora” in der Gruppe mit den geringsten Gehalten, während die R. spinosissima in die Gruppe mit den zweithöchsten Gehalten eingeordnet wurde. Auch beim (13Z)-β-Carotin sind beide auf unterschiedlichen Ästen zu finden. Beim (9Z)-β-Carotin bilden sie zusammen allein eine Gruppe auf dem unteren Ast und beide enthalten kein (all-E)-α-Carotin. Der (all-E)-Lutein-Gehalt ist bei beiden Pflanzen ähnlich. Der (all-E)-Zeaxanthin-Gehalt jedoch führt zu einer Lage auf unterschiedlichen Ästen. Auch beim (all-E)-β-Cryptoxanthin ist dies so. Beim (all-E)-Rubixanthin wiederum finden sich die beiden Rosen wieder in einer Gruppe. Interessant ist dies, weil es die R. spinosissima “Grandiflora” auch als R. altaica geführt wird und evtl. gar keine spinosissima ist. Eine Klärung dessen wäre vor allem aus Gründen des Naturschutzes wichtig. Oft werden sterbende Bestände der R. spinosissima durch Nachplanzungen mit R. altaica ersetzt, die aber wohl keine richtige R. spinosissima ist. Die Carotinoid-Daten lassen keine definitive Zuordnung zu, unterstützen aber durch die teilweise sehr abweichenden Werte die Ansicht, die beiden Pflanzen als zwei verschiedene Arten zu behandeln. Des Weiteren ist eine Trennung der Pimpinellifoliae von den Cinnamomeae und Carolinae nicht deutlich. Beim (all-E)-β-Cryptoxanthin zum Beispiel findet sich die R. spinosissima mitten in einer ansonsten reinen Cinnamomeae/Caroliae-Gruppe. Dies deckt sich mit den Ergebnissen aus molekularen Daten (WISSEMANN & RITZ, 2005) und den biochemischen Daten von GROSSI et al. (1998). Allerdings steht die R. spinosissima bei anderen Dendrogrammen zusammen mit Synstylae auf einem Ast. Diesen Tendenzen sollte man weiter nachgehen, indem man weitere Arten aus der Sektion, darunter unbedingt auch außereuropäische Arten, untersucht. Diskussion 56 Sektion Caninae Diese Sektion zeigt sich in den Dendrogrammen relativ einheitlich als Gruppe. Das die Arten alle europäisch verbreitet sind, kann dies allerdings auch geographischen Hintergrund haben. Dies ist ähnlich wie bei den nrITS-Daten von WISSEMANN & RITZ. Eine Aufschlüsselung in die einzelnen Subsektionen ist mit den vorliegenden Daten nicht möglich. Auch eine Verwandtschaftseinordnung ist nicht vornehmbar . Sektion Carolinae: Vertreten durch Rosa nitida nimmt diese Sektion nie eine separate Stellung von den Cinnamomeae ein. Bereits molekulare Daten bei WISSEMANN & RITZ (2005) und biochemische Daten bei GROSSI et al. (1998) deuteten darauf hin, dass Cinnamomeae und Carolinae zusammen gehören. Die Carotinoid-Daten unterstützen die Annahme einer gemeinsamen Gruppe. Sektion Cinnamomeae Die Trennung von Cinnamomeae (incl. Carolinae) und Pimpinellifoliae ist hier nicht deutlich. Im Gegenteil zeigt sich eine Zusammengruppierung der drei Sektionen zum Beispiel beim (all-E)-β-Cryptoxanthin (siehe unter Sektion Pimpinellifoliae). Dies zeigen auch andere phytochemische Daten (GROSSI et al., 1998) und die molekularen Daten von WISSEMANN & RITZ (2005). Sektion Synstylae Obwohl beim (all-E)-Lutein-Dendrogramm die drei Synstylae zusammen gruppiert werden, ist insgesamt das Bild nicht so einheitlich wie bei GROSSI et al. (1998). Interessant ist, das R. arvensis, die die einzige europäische Synstylae ist, häufig eher mit den europäischen Rosen als mit den ihr phylogenetisch näher stehenden Arten zusammen gruppiert wird. Dies ist ein Hinweis darauf, dass Carotinoid-Daten wohl eher Muster lokaler Adaption als phylogenetische Muster enthalten. Die Sektionen Rosa, Indicae, Banksianae, Laevigatae und Bracteatae wurden nicht untersucht. Diskussion 57 5.4 Fazit Wie erwartet lieferte keines der Dendrogramme eindeutige Aussagen zur Phylogenie. Es scheint sich die Vermutung zu bestätigen, dass Carotinoide zwar natürlich eine genetische Konstitution widerspiegeln, in ihrer tatsächlichen Ausprägung aber von vielen weiteren Faktoren abhängig sind. Tendenzen, die auf anderem Wege erzielte Erkenntnisse unterstützen, liefern die Daten aber allemal. Besonders interessant in dieser Hinsicht ist die Einordnung der Carolinae in die Cinnamomeae, die durch die vorliegenden Daten unterstützt wird. Auch, dass die drei umstrittenen Subgenera so eng beieinander liegen, aber nie eine separate Stellung außerhalb der Rosa einnehmen, ist interessant und unterstützt die Überlegungen zur Einordnung dieser in die Rosa. Eine Analyse weiterer Arten und auch eine Analyse von Varianzen innerhalb einzelner Arten und an einzelnen Standorten über mehrere Jahre können sicher dazu beitragen, die ermittelten Muster besser interpretieren zu können - als tatsächlich phylogenetische oder als zufällige, von der individuellen Expression einzelner Pflanzen abhängige Muster. Auch kann eine breite Datenbasis helfen, Schlüsse aus Daten anderer Methoden (molekulargenetischer Natur zum Beispiel) zu untermauern und/oder bestehende Zweifel zu vertiefen. Anhang VII Anhang Zu 2.1.2 Die analysierten Arten im Einzelnen Gesammelt in Gesammelt am 1 R. persica NBG Sommer 06 2 R. micrantha Groß Schneen NBG 408/98 Loc 1 Sommer 06 Autogamie NBG Sommer 06 5 R. sherardii R. beggeriana 6 var. glabrata NBG Sommer 06 SGH 28.09.2006 7 R. beggeriana SGH H4 28.09.2006 8 R. agrestis VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Lübeck, Dummersdorfer Ufer 9 R. pendulina 07.09.2006 Mutterpflanze: Dürrenwald 11 R. rubiginosa VW Cospeda, Napoleonstein Cospeda, Napoleonstein 07.09.2006 12 R. mollis VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Geltinger Bucht 13 R. majalis 07.09.2006 Mutterpflanze: Schlatt 14 R. elliptica VW Cospeda, Napoleonstein 15 R. arvensis VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Starkenberg 16 R. spinosissima VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Starkenberg 17 R. roxburghii R. spinosissima 18 “Grandiflora” R. stellata 19 “Myrifica” BGJ 07.09.2006 SGH H14 28.09.2006 SGH H1 28.09.2006 20 R. arkansana SGH H17 28.09.2006 im Text R.arkansana SGH 21 R. multiflora NBG Sommer 06 22 R. sweginzowii NBG Sommer 06 23 R. tomentella NBG Sommer 06 24 R. jundzillii NBG Sommer 06 25 R. sicula SGH H8 28.09.2006 26 R. moschata 28.09.2006 27 R. caesia SGH H13 Cospeda, Napoleonstein 28 R. nitida SGH H15 28.09.2006 29 R. filipes R. pendulina 30 "Bourgogne" SGH H3 28.09.2006 SGH H16 “Bourgogne” Interplant 1983, Auslese aus 28.09.2006 R. pendulina Nr. Artname 3 R. arkansana R. rugosa f. 4 regeliana 10 R. canina Bemerkungen Sommer 06 im Text R.arkansana NBG 07.09.2006 07.09.2006 07.09.2006 Tabelle 1: Überblick über die analysierten Arten Anhang VIII Zu 3. Material und Methoden Verwendete Geräte: Analysenwaage Büchnertrichter mit Filterpapier Exsikkator Mühle Reagenzglasschüttler Trockenschrank Ultraschallbad Ultra Turrax Vakuum-Rotationsverdampfer Wasserbad Vakuumpumpe Zentrifuge für Zentrifugengläser 3.2. Analytische Methoden 3.2.1 Extraktion der Carotinoide aus den Hagebutten Nr. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 Artname R. persica R. micrantha R. arkansana R. rugosa f. regeliana R. sherardii R. beggeriana var. glabrata R. beggeriana R. agrestis R. pendulina R. canina R. rubiginosa R. mollis R. majalis R. elliptica R. arvensis R. spinosissima R. roxburghii R. spinosissima “Grandiflora” R. stellata “Myrifica” R. arkansana R. multiflora R. sweginzowii R. tomentella R. jundzillii R. sicula R. moschata R. caesia R. nitida R. filipes Rosa pendulina "Bourgogne" Anzahl TMBestimmungen 2 2 2 2 2 1 1 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 Anzahl CarotinoidBestimmungen 2 3 3 3 3 2 2 3 3 3 3 3 3 3 2 3 3 3 3 3 3 3 3 3 2 2 3 3 2 3 Tabelle 2: Überblick über die Anzahl der Durchgeführten Bestimmungen je Art Anhang IX 3.2.2 Verseifung der Hagebutten-Extrakte Chemikalien: • 10-%ige methanolische KOH (5 g KOH/50 ml Methanol) • Petrolether • HPLC-Wasser • THF/MeOH mit 0,1% BHT (1 + 1, v/v) 3.2.3 Bestimmung der Carotinoid-Gehalte Chemikalien: • Tetrahydrofuran/Methanol (1 + 1, v/v) mit 0,1% BHT • MgO (Magensiumhydroxidcarbonat) • Standards (1:50-Verdünnung der Stammlösung) o (all-E)-Lutein o (15Z)-β-Carotin o (all-E)o (all-E)-Rubixanthin Zeaxanthin o (all-E)-β-Cryptoxanthin o (all-E)-α-Carotin o (all-E)-Lycopin o (all-E)-β-Carotin o (all-E)-β-apo-8`-Carotinal o (9Z)-β-Carotin o (13Z)-β-Carotin HPLC-Bedingungen: • HPLC-Säule: C30-Analysensäule Trentec, 5 µm, 250 x 4,6 mm, (Trentec, Gerlingen) • Vorsäule: C18 ProntoSil 120-5-C18H 5 µm/10 x 4,0 mm (Bischoff, Leonberg) • Mobile Phase: Tert. Butyl-methyl-ether/Methanol, Gradientenmethode • Gradient: 0 min (MtBE) 10 % (MeOH) 90 % 35 min 45 % 55 % 45 min 55 % 45 % 60 min 55 % 45 % 70 min 10 % 90 % • Flussrate: 1,3 ml/min • Stoppzeit: 70 min • Säulentemperatur: 17 ± 1° C • Injektionsvolumen: 50 µl • Detektor: Diode Array Detector L-7450 Merck HITACHI, Darmstadt) • Pumpe: HPLC-Pumpe L-7100 (Merk HITACHI, Darmstadt) • Autosampler: L-7200 (Merk HITACHI, Darmstadt) • Säulenthermostat: Jetstream plus Anhang X Zu 4 Ergebnisse 4.1 Trockenmasse Probe Trockenmasse R. persica 0,3878 ± 0,0037 R. micrantha 0,4565 ± 0,0031 R. arkansana NBG 0,2910 ± 0,0067 R. rugosa f. regeliana 0,2417 ± 0,0046 R. sherardii 0,3256 ± 0,0019 R. beggeriana var. glabrata 0,2150 * R. beggeriana 0,2389 * R. agrestis 0,3524 ± 0,0120 R. pendulina 0,3193 ± 0,0064 R. canina 0,4000 ± 0,0000 R. rubiginosa 0,3813 ± 0,1800 R. mollis 0,2878 ± 0,0037 R. majalis 0,2702 ± 0,0006 R. elliptica 0,3614 ± 0,0062 R. arvensis 0,3679 ± 0,0067 R. spinosissima 0,2634 ± 0,0057 R. roxburghii 0,2702 ± 0,0014 R. spinosissima “Grandiflora” 0,3756 ± 0,0080 R. stellata “Myrifica” 0,2912 ± 0,0018 R. arkansana SGH 0,2817 ± 0,0019 R. multiflora 0,3153 ± 0,0014 R. sweginzowii 0,3354 ± 0,0006 R. tomentella 0,3801 ± 0,0018 R. jundzillii 0,3152 ± 0,0009 R. sicula 0,3070 ± 0,0097 R. moschata 0,2606 ± 0,0021 R. caesia 0,3925 ± 0,0004 R. nitida 0,3673 ± 0,0061 R. filipes 0,3650 ± 0,0045 “Bourgogne” Interplant 0,3317 ± 0,0049 Tabelle 3: Trockenmasse [Mittelwert ± Standardabweichung]der einzelnen Proben in g/g FM; * Einfachbestimmung 4.2 Carotinoide Tabellen auf den folgenden Seiten Anhang XI Probe R. persica (Z)-LycopinIsomer I * n.n (Z)-Lycopin(Z)-LycopinIsomerenIsomer II * Gruppe * n.n. n.n. (all-E)Lycopin n.n. R. micrantha 3,30 ± 0,10 0,57 ± 0,06 2,96 ± 0,09 40,10 ±0,86 R. arkansana NBG R. rugosa f. regeliana 15,90 ± 0,78 3,15 ± 0,28 12,35 ± 0,92 56,77± 3,30 7,10 ± 0,22 1,84 ± 0,17 4,02 ± 0,17 32,14 ± 2,43 R. sherardii R. beggeriana var. glabrata 3,74 ± 0,38 0,76 ± 0,11 2,09 ± 0,13 23,96 ± 0,60 13,50 ± 1,11 2,47 ± 0,29 17,12 ± 1,37 94,60 ± 9,4 R. beggeriana 12,51 ± 2,00 4,46 ± 0,59 4,70 ± 0,40 17,03 ± 1,82 R. agrestis 0,74 ± 0,08 0,38 ± 0,04 n.n. 3,96 ± 0,14 R. pendulina 17,16 ± 0,92 5,71 ± 0,38 11,94 ± 0,88 20,84 ± 2,33 R. canina 2,31 ± 0,12 0,48 ± 0,04 0,38 ± 0,02 14,28 ± 0,20 R. rubiginosa 3,55 ± 0,26 0,95 ± 0,03 3,03 ± 0,23 31,27 ± 2,16 R. mollis 4,28 ± 0,63 1,37 ± 0,17 1,57 ± 0,06 64,11 ± 5,32 R. majalis 7,07 ± 0,77 1,05 ± 0,08 13,19 ± 2,46 48,30 ± 2,11 R. elliptica 2,96 ± 0,10 0,66 ± 0,01 2,57 ± 0,12 28,81 ± 1,55 R. arvensis 3,88 ± 0,09 0,51 ± 0,06 0,21 ± 0,04 25,12 ± 0,91 R. spinosissima n.n. n.n. n.n. n.n. R. roxburghii R. spinosissima “Grandiflora” n.n. n.n. n.n. n.n. n.n. n.n. n.n. n.n. R. stellata “Myrifica” n.n. n.n. n.n. n.n. R. arkansana SGH 2,67 ± 0,07 0,84 ± 0,07 0,44 ± 0,07 15,69 ± 1,26 R. multiflora 10,09 ± 0,47 0,93 ± 0,14 n.n. 164,19 ± 15,66 R. sweginzowii 4,41 ± 0,10 1,08 ± 0,06 5,20 ± 0,08 23,05 ± 0,04 R. tomentella 3,31 ± 0,30 0,68 ± 0,07 0,69 ± 0,07 24,68 ± 1,40 R. jundzillii 5,12 ± 0,33 1,04 ± 0,04 1,08 ± 0,03 45,16 ± 2,01 R. sicula 8,33 ± 0,01 2,18 ± 0,09 2,30 ± 0,07 118,32 ± 4,38 n.n. n.n. n.n. 0,32 ± 0,02 R. caesia 2,60± 0,17 0,64 ± 0,02 1,14 ± 0,10 22,27 ± 0,66 R. nitida 15,29 ± 1,41 3,17 ± 0,10 16,49 ± 0,32 41,48 ± 1,52 R. filipes “Bourgogne” Interplant 3,48 ± 0,27 n.n. n.n. 5,80 ± 0,35 2,07 ± 0,27 0,75 ± 0,10 0,38 ± 0,04 24,17 ± 2,89 R. moschata Tabelle 4: Gehalte an Lycopin [Mittelwert ± Standardabweichung] verschiedenen Hagebuttensorten in mg/100 g TM; * verseift; der Anhang XII (13Z)-βCarotin (all-E)-βCarotin (9Z)-βCarotin (all-E)-αCarotin n.n. 0,91 ± 0,04 0,21 ± 0,01 n.n. R. micrantha 0,83 ± 0,06 10,80 ± 0,20 0,58 ± 0,08 n.n. R. arkansana NBG R. rugosa f. regeliana 2,30 ± 0,05 22,81 ± 1,13 2,22 ± 0,11 n.n. 1,28 ± 0,03 18,33 ± 0,39 3,81 ± 0,32 n.n. R. sherardii R. beggeriana var. glabrata 1,73 ± 0,14 17,96 ± 0,59 1,27 ± 0,19 n.n. 2,42 ± 0,27 15,55 ± 1,50 1,78 ± 0,09 n.n. R. beggeriana 5,27 ± 0,20 40,93 ± 1,76 0,87 ± 0,20 n.n. R. agrestis 0,59 ± 0,05 13,64 ± 0,15 0,81 ± 0,14 n.n. R. pendulina 1,25 ± 0,05 18 ± 0,53 1,68 ± 0,06 n.n. R. canina 1,16 ± 0,05 11,17 ± 0,52 0,86 ± 0,06 0,21 ± 0,04 R. rubiginosa 0,79 ± 0,06 8,25 ± 0,10 0,42 ± 0,03 n.n. R. mollis 0,78 ± 0,06 9,28 ± 0,75 0,52 ± 0,01 n.n. R. majalis 1,95 ± 0,23 16,50 ± 0,81 1,93 ± 0,10 n.n. R. elliptica n.n. 17,42 ± 0,68 0,90 ± 0,09 n.n. R. arvensis 0,50 ± 0,05 7,70 ± 0,22 0,68 ± 0,03 0,22 ± 0,02 R. spinosissima 0,92 ± 0,04 19,82 ± 0,74 5,34 ± 0,17 n.n. R. roxburghii R. spinosissima “Grandiflora” 0,24 ± 0,03 3,74 ± 0,07 0,27 ± 0,01 0,34 ± 0,02 1,78 ± 0,23 7,79 ± 0,36 6,62 ± 0,34 n.n. R. stellata “Myrifica” 0,29 ± 0,01 4,30 ± 0,13 0,51 ± 0,06 n.n. R. arkansana SGH n.n. 21,62 ± 0,24 2,50 ± 0,33 n.n. R. multiflora 1,64 ± 0,11 10,51 ± 0,39 3,66 ± 0,27 2,08 ± 0,09 R. sweginzowii 1,41 ± 0,10 10,78 ± 0,23 0,22 ± 0,03 n.n. R. tomentella 1,10 ± 0,03 27,09 ± 1,56 0,99 ± 0,08 n.n. R. jundzillii 0,85 ± 0,08 15,76 ± 0,38 0,69 ± 0,12 n.n. R. sicula 2,73 ± 0,19 24,71 ± 0,31 2,80 ± 0,15 n.n. R. moschata 0,31 ± 0,03 2,94 ± 0,10 0,49 ± 0,06 n.n. R. caesia 0,77 ± 0,04 15,62 ± 0,79 0,61 ± 0,06 n.n. R. nitida 2,23 ± 0,45 29,84 ± 0,54 2,76 ± 0,14 n.n. R. filipes “Bourgogne” Interplant 3,13 ± 0,08 35,93 ± 1,81 3,93 ± 0,07 n.n. 1,18 ± 0,14 12,76 ± 1,09 0,77 ± 9,07 n.n. Probe R. persica Tabelle 5: Gehalte an β- und α-Carotin [Mittelwert ± Standardabweichung] der verschiedenen Hagebuttensorten in mg/100 g TM Anhang Probe R. persica XIII (all-E)-β(all-E)(all-E)-Lutein (all-E)Cryptoxanthin Rubixanthin * Zeaxanthin * * * 2,55 ± 0,12 0,59 ± 0,00 0,08 ± 0,01 n.n. 2,21 ± 0,12 4,47 ± 0,17 6,12 ± 0,32 1,37 ± 0,17 19,44± 0,59 41,55 ± 1,45 13,11 ± 0,82 39,84 ± 1,79 2,80 ± 0,14 18,90 ± 0,68 16,82 ± 0,40 42,00 ± 1,59 R. sherardii R. beggeriana var. glabrata 1,64 ± 0,12 11,04 ± 0,80 3,29 ± 0,43 19,88 ± 1,79 2,10 ± 0,08 35,28 ± 1,50 8,08 ± 0,77 36,36 ± 3,09 R. beggeriana 2,36 ± 0,38 80,89 ± 11,11 10,42 ± 1,59 16,93 ± 2,71 R. agrestis 4,41 ± 0,08 4,84 ± 0,19 0,48 ± 0,02 3,51 ± 0,10 R. pendulina 1,17 ± 0,08 24,43 ± 1,94 6,26 ± 0,42 35,56 ± 1,01 R. canina 1,88 ± 0,10 5,74 ± 0,33 0,50 ± 0,02 5,84 ± 0,35 R. rubiginosa 1,47 ± 0,14 5,76 ± 0,44 1.03 ± 0,15 18,17 ± 1,03 R. mollis 1,30 ± 0,17 10,87 ± 1,05 2,55 ± 0,l6 37,85 ± 3,39 R. majalis 2,38 ± 0,05 10,43 ± 0,26 1,06 ± 0,07 7,28 ± 0,58 R. elliptica 1,52 ± 0,05 7,87 ± 0,09 1,56 ± 0,18 12,11 ± 0,08 R. arvensis 6,34± 0,18 2,38 ± 0,37 n.n. 1,31 ± 0,07 R. spinosissima 0,80 ± 0,05 26,02 ± 2,47 11,08 ± 0,80 n.n. R. roxburghii R. spinosissima “Grandiflora” 1,45 ± 0,05 0,38 ± 0,02 1,71 ± 0,07 0,27 ± 0,95 1,79 ± 0,27 12,33 ± 1,08 2,01 ± 0,13 n.n. R. stellata “Myrifica” 1,37 ± 0,07 0,30 ± 0,04 n.n. n.n. R. arkansana SGH 4,26 ± 0,10 24,98 ± 0,39 5,66 ± 0,31 31,04 ± 0,87 R. multiflora 6,49 ± 0,18 9,49 ± 0,21 0,76 ± 9,19 n.n. R. sweginzowii 0,46 ± 0,05 51,25 ± 1,00 2,26 ± 0,19 15,28 ± 0,31 R. tomentella 2,97 ± 0,24 6,33 ± 0,51 0,76 ± 0,04 8,75 ± 0,63 R. jundzillii 5,13 ± 0,37 6,18 ± 0,43 1,26 ± 0,12 17,23 ± 0,99 R. sicula 2,13 ± 0,12 3,59 ± 0,20 2,21 ± 0,13 27,45 ± 0,25 R. moschata 5,82 ± 0,30 0,51 ± 0,02 n.n. 0,79 ± 0,03 R. caesia 1,50 ± 0,18 7,69 ± 0,39 1,09 ± 0,07 19,17 ± 1,05 R. nitida 1,72 ± 0,02 42,07 ± 0,48 9,73 ± 0,16 24,59 ± 0,18 R. filipes “Bourgogne” Interplant 3,37 ± 0,33 31,74 ± 2,16 3,07 ± 0,33 2,88 ± 0,31 1,02 ± 0,04 11,57 ± 1,21 1,80 ± 0,22 17,54 ± 1,40 R. micrantha R. arkansana NBG R. rugosa f. regeliana Tabelle 6: Gehalte an (all-E)-Lutein, (all-E)-Zeaxanthin, (all-E)-β-Cryptoxanthin und (all-E)-Rubixanthin [Mittelwert ± Standardabweichung] der verschiedenen Hagebuttensorten in mg/100 g TM; * verseift Anhang Probe R. persica R. micrantha R. arkansana NBG R. rugosa f. regeliana R. sherardii R. beggeriana var. glabrata R. beggeriana R. agrestis R. pendulina R. canina R. rubiginosa R. mollis R. majalis R. elliptica R. arvensis R. spinosissima R. roxburghii R. spinosissima “Grandiflora” R. stellata “Myrifica” R. arkansana SGH R. multiflora R. sweginzowii R. tomentella R. jundzillii R. sicula R. moschata R. caesia R. nitida R. filipes “Bourgogne” Interplant XIV (Gesamt-Z)Lycopin * (Gesamt)-Lycopin (Gesamt)-βCarotin n.n. 6,83 ± 0,24 31,39 ± 1,94 n.n. 46,93 ± 1,09 90,70 ± 5,31 1,11 ± 0,05 15,86 ± 0,41 27,32 ± 1,25 12,96 ± 0,22 45,10 ± 2,65 23,43 ± 0,66 6,60 ± 0,60 30,56 ± 1,18 20,95 ± 0,90 33,09 ± 2,77 143,06 ± 46,12 19,75 ± 1,85 21,15 ± 3,66 1,07 ± 0,12 34,81 ± 1,58 3,17 ± 0,17 7,53 ± 0,49 7,21 ± 0,84 21,31 ± 3,23 6,19 ± 0,20 4,60 ± 0,01 n.n. n.n. 32,28 ± 10,62 5,02 ± 0,07 55,66 ± 3,15 17,45 ± 0,37 38,80 ± 2,65 71,33± 6,16 69,60 ± 3,40 35,00 ± 1,70 35, 41 ± 13,25 n.n. n.n. 47,07 ± 2,16 15,05 ± 0,22 20,93 ± 0,56 13,19 ± 0,56 9,46 ± 0,19 10,59 ± 0,80 20,37 ± 0,86 18,32 ± 0,77 8,88 ± 0,24 26,08 ± 0,84 4,25 ± 0,10 n.n. n.n. 16,19 ± 0,74 n.n. n.n. 5,10 ± 0,20 3,95 ± 0,08 11,02 ± 0,54 10,70 ± 0,16 4,67 ± 0,42 7,23 ± 0,38 12,82 ± 0,16 n.n. 4,39 ± 0,23 34,95 ± 1,67 3,48 ± 0,27 19,64 ± 1,19 175,21 ± 16,14 33,74 ± 0,13 29,35 ± 1,77 52,39 ± 2,36 131, 13 ± 4,55 0,32 ± 0,02 26,66 ± 0,88 76,43 ± 1,77 9,27 ± 0,61 24,11 ± 0,58 15,81 ± 0,55 12,41 ± 0,31 29,18 ± 1,63 17,30 ± 0,25 30,24 ± 0,27 3,74 ± 0,12 17,01 ± 0,74 34,83 ± 0,99 42,98 ± 1,82 3,19 ± 0,38 27,37 ± 3,27 14,71 ± 1,28 Tabelle 7: Gesamt-Gehalte von Lycopin und β-Carotin [Mittelwert ± Standardabweichung] der verschiedenen Hagebuttensorten in mg/100 g TM; * verseift Anhang XV 4.3 Clusteranalyse “Bourgogne” Interplant R. filipes R. nitida R. caesia R. moschata R. sicula R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata R. spinosissima Grand R. roxburghii R. spinosissima R. arvensis R. elliptica R. majalis R. mollis R. rubiginosa R. canina R. pendulina R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG R. micrantha R. persica 0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 25: Überblick über den (all-E)-Lycopin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten Anhang XVI ******HIERARCHICAL CLUSTER ANALYSIS****** (all-E)-Lycopin Dendrogram using Ward Method Rescaled Distance Cluster Combine CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ spinos. g. stellata persica spinosi roxburghii moschata agrestis filipes beggeria arkansa sgh canina rugosa rege rubiginosa elliptica sherardii pendul. b. arvensis tomentella sweginzowii caesia pendulina arkansa nbg mollis micrantha nitida majalis jundzillii begger. g. sicula multiflora 18 19 1 16 17 26 8 29 7 20 10 4 11 14 5 30 15 23 22 27 9 3 12 2 28 13 24 6 25 21 òø òú òú òú òôòòòø òú ó òú ó ò÷ ùòòòø òø ó ó òú ó ó òú ó ó òôòòò÷ ó òú ó òú ó òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø òú ó ó òú ó ó òú ó ó òú ó ó òú ó ó ò÷ ó ó òø ó ó òôòòòòòòò÷ ó òú ó òú ó òú ó ò÷ ó òûòø ó ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ òòò÷ Abbildung 26 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-Lycopin- Gehalt Anhang XVII “Bourgogne” Interplant R. filipes R. nitida R. caesia R. moschata R. sicula R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata R. spinosissima Grand R. roxburghii R. spinosissima R. arvensis R. elliptica R. majalis R. mollis R. rubiginosa R. canina R. pendulina R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG R. micrantha R. persica 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 27: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomer I-Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten Anhang XVIII ******HIERARCHICAL CLUSTER ANALYSIS****** Lycopin-Isomer I Dendrogram using Ward Method Rescaled Distance Cluster Combine CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ stellata moschata persica roxburghii spinos. g. spinosi agrestis canina pendul. b arkansa sgh caesia elliptica sherardii arvensis micrantha tomentella rubiginosa filipes mollis sweginzowii jundzillii rugosa rege majalis sicula multiflora begger. g. beggeria arkansa nbg nitida pendulina 19 26 1 17 18 16 8 10 30 20 27 14 5 15 2 23 11 29 12 22 24 4 13 25 21 6 7 3 28 9 òø òú òú òú òôòòòø òú ó ò÷ ó òø ó òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø òú ó ó òú ó ó òú ó ó òôòòò÷ ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó ò÷ ó òø ó òú ó òôòòòòòòòø ó ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ òø ó òôòòòòòòò÷ òú òú ò÷ Abbildung 28 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (Z)-Lycopin-Isomer I- Gehalt Anhang XIX “Bourgogne” Interplant R. filipes R. nitida R. caesia R. moschata R. sicula R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata R. spinosissima Grand R. roxburghii R. spinosissima R. arvensis R. elliptica R. majalis R. mollis R. rubiginosa R. canina R. pendulina R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG R. micrantha R. persica 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 29: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomer I-Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten Anhang XX ******HIERARCHICAL CLUSTER ANALYSIS****** Lycopin-Isomer II Dendrogram using Ward Method Rescaled Distance Cluster Combine CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ canina pendul. b arkansa sgh arvensis tomentella moschata filipes persica stellata multiflora roxburghii spinos. g. agrestis spinosi jundzillii caesia mollis micrantha rubiginosa sherardii sicula elliptica beggeria sweginzowii rugosa rege begger. g. nitida arkansa nbg pendulina majalis 10 30 20 15 23 26 29 1 19 21 17 18 8 16 24 27 12 2 11 5 25 14 7 22 4 6 28 3 9 13 òø òú òú òú òú òú òú òú òú òú òôòø òú ó òú ó òú ó òú ó òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø ò÷ ó ó òø ó ó òú ó ó òú ó ó òôò÷ ó òú ó òú ó òú ó ò÷ ó òø ó òôòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ òú òú ò÷ Abbildung 30 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (Z)-Lycopin-Isomer II- Gehalt Anhang XXI “Bourgogne” Interplant R. filipes R. nitida R. caesia R. moschata R. sicula R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata R. spinosissima Grand R. roxburghii R. spinosissima R. arvensis R. elliptica R. majalis R. mollis R. rubiginosa R. canina R. pendulina R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG R. micrantha R. persica 0 1 2 3 4 5 6 Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 31: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten Anhang XXII ******HIERARCHICAL CLUSTER ANALYSIS****** Lycopin-Isomeren-Gruppe Dendrogram using Ward Method Rescaled Distance Cluster Combine CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ moschata filipes persica spinos. g. stellata spinosi roxburghii rubiginosa multiflora majalis jundzillii sweginzowii mollis elliptica caesia tomentella sherardii pendul. b arkansa sgh canina arvensis micrantha agrestis beggeria pendulina arkansa nbg nitida begger. g. sicula rugosa rege 26 29 1 18 19 16 17 11 21 13 24 22 12 14 27 23 5 30 20 10 15 2 8 7 9 3 28 6 25 4 òø òú òú òôòø òú ó òú ó ò÷ ó òø ó òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø òú ó ó òú ó ó òú ó ó òú ó ó òú ó ó òôò÷ ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó ò÷ ó òûòòòòòòòòòø ó ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ òø ó òôòòòòòòòòò÷ òú òú ò÷ Abbildung 32: Dendrogramm der Clusteranalyse für Gehalt an der (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe Anhang XXIII “Bourgogne” Interplant R. filipes R. nitida R. caesia R. moschata R. sicula R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata R. spinosissima Grand R. roxburghii R. spinosissima R. arvensis R. elliptica R. majalis R. mollis R. rubiginosa R. canina R. pendulina R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG R. micrantha R. persica 0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 33: Überblick über den (all-E)-β-Carotin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten Anhang XXIV ******HIERARCHICAL CLUSTER ANALYSIS****** (all-E)-β-Carotin Dendrogram using Ward Method Rescaled Distance Cluster Combine CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ micrantha sweginzowii multiflora canina agrestis pendul. b arvensis spinos. g. rubiginosa mollis roxburghii stellata moschata persica beggeria filipes begger. g. caesia jundzillii majalis sherardii pendulina rugosa rege elliptica spinosi arkansa nbg arkansa sgh tomentella sicula nitida 2 22 21 10 8 30 15 18 11 12 17 19 26 1 7 29 6 27 24 13 5 9 4 14 16 3 20 23 25 28 òø òú òú òú òú òôòòòø òú ó òú ó òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø ò÷ ó ó òø ó ó òú ó ó òôòòò÷ ó ò÷ ó òûòòòòòòòòòòòòòòòòòø ó ò÷ ó ó òø ó ó òú ó ó òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ òú ó òôòòòòòø ó òú ó ó òú ó ó òú ùòòòòòòòòòòò÷ ò÷ ó òø ó òôòòòòò÷ òú òú ò÷ Abbildung 34 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-β-Carotin- Gehalt Anhang XXV “Bourgogne” Interplant R. filipes R. nitida R. caesia R. moschata R. sicula R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata R. spinosissima Grand R. roxburghii R. spinosissima R. arvensis R. elliptica R. majalis R. mollis R. rubiginosa R. canina R. pendulina R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG R. micrantha R. persica 0 1 2 3 4 5 6 Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 35: Überblick über den (13Z)-β-Carotin-Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten Anhang XXVI ******HIERARCHICAL CLUSTER ANALYSIS****** (13Z)-β-Carotin Dendrogram using Ward Method Rescaled Distance Cluster Combine CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ elliptica arkansa sgh persica stellata moschata roxburghii agrestis arvensis mollis caesia rubiginosa micrantha jundzillii spinosi canina pendul. b tomentella rugosa rege pendulina sweginzowii sherardii spinos. g. multiflora majalis arkansa nbg nitida begger. g. sicula filipes beggeria 14 20 1 19 26 17 8 15 12 27 11 2 24 16 10 30 23 4 9 22 5 18 21 13 3 28 6 25 29 7 òø òú òú òôòòòòòø òú ó òú ó òú ó ò÷ ó òø ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø òú ó ó òú ó ó òú ó ó òú ó ó òôòòòòò÷ ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó ò÷ ó òø ó òú ó òôòø ó ò÷ ó ó òø ùòòòòòòòòòòòòòòòø ó òú ó ó ó òôò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ òú ó ò÷ ó òòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ Abbildung 36 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (13Z)-β-Carotin- Gehalt Anhang XXVII “Bourgogne” Interplant R. filipes R. nitida R. caesia R. moschata R. sicula R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata R. spinosissima Grand R. roxburghii R. spinosissima R. arvensis R. elliptica R. majalis R. mollis R. rubiginosa R. canina R. pendulina R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG R. micrantha R. persica 0 1 2 3 4 5 6 7 Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 37: Überblick über den (9Z)-β-Carotin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten Anhang XXVIII ******HIERARCHICAL CLUSTER ANALYSIS****** (9Z)-β-Carotin Dendrogram using Ward Method Rescaled Distance Cluster Combine CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ arvensis jundzillii micrantha caesia mollis stellata moschata rubiginosa persica sweginzowii roxburghii agrestis pendul. b beggeria canina elliptica tomentella sherardii spinosi spinos. g. rugosa rege filipes multiflora begger. g. pendulina majalis sicula nitida arkansa nbg arkansa sgh 15 24 2 27 12 19 26 11 1 22 17 8 30 7 10 14 23 5 16 18 4 29 21 6 9 13 25 28 3 20 òø òú òú òú òú òú òú òú òú òú òôòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó ò÷ ó òûòòòòòòòòòòòòòòòòòø ó ò÷ ó ó òø ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ òôòòòø ó ò÷ ó ó òø ùòòòòòòòòòòòòò÷ òú ó òôòòò÷ òú òú òú ò÷ Abbildung 38 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (9Z)-β-Carotin- Gehalt Anhang XXIX “Bourgogne” Interplant R. filipes R. nitida R. caesia R. moschata R. sicula R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata R. spinosissima Grand R. roxburghii R. spinosissima R. arvensis R. elliptica R. majalis R. mollis R. rubiginosa R. canina R. pendulina R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG R. micrantha R. persica 0 0,5 1 1,5 2 2,5 Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 39: Überblick über den (all-E)-α-Carotin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten Anhang XXX ******HIERARCHICAL CLUSTER ANALYSIS****** (all-E)-α-Carotin Dendrogram using Ward Method Rescaled Distance Cluster Combine CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ filipes pendul. b persica caesia nitida sicula moschata tomentella jundzillii arkansa sgh sweginzowii spinos. g. stellata elliptica spinosi mollis majalis pendulina rubiginosa beggeria agrestis sherardii begger. g. arkansa nbg rugosa rege micrantha canina arvensis roxburghii multiflora 29 30 1 27 28 25 26 23 24 20 22 18 19 14 16 12 13 9 11 7 8 5 6 3 4 2 10 15 17 21 òø òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òôòø òú ó ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø òø ó ó òôò÷ ó ò÷ ó òòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ Abbildung 40 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-α-Carotin- Gehalt Anhang XXXI “Bourgogne” Interplant R. filipes R. nitida R. caesia R. moschata R. sicula R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata R. spinosissima Grand R. roxburghii R. spinosissima R. arvensis R. elliptica R. majalis R. mollis R. rubiginosa R. canina R. pendulina R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG R. micrantha R. persica 0 1 2 3 4 5 6 Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 41: Überblick über den (all-E)-Lutein - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten 7 Anhang XXXII ******HIERARCHICAL CLUSTER ANALYSIS****** (all-E)-Lutein Dendrogram using Ward Method Rescaled Distance Cluster Combine CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ elliptica caesia rubiginosa roxburghii mollis stellata pendulina pendul. B spinos. G. nitida sherardii canina spinosi sweginzowii begger g. sicula micrantha beggeria majalis persica rugosa rege tomentella filipes arvensis multiflora moschata arkansa nbg agrestis arkansa sgh jundzillii 14 27 11 17 12 19 9 30 18 28 5 10 16 22 6 25 2 7 13 1 4 23 29 15 21 26 3 8 20 24 òø òú òú òú òú òú òú òú òú òôòòòø òú ó òú ó òú ó ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø òø ó ó òú ó ó òú ó ó òú ó ó òôòòò÷ ó òú ó òú ó òú ó ò÷ ó òø ó òôòø ó ò÷ ó ó òø ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ òú ó òôò÷ ò÷ Abbildung 42 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-Lutein- Gehalt Anhang XXXIII “Bourgogne” Interplant R. filipes R. nitida R. caesia R. moschata R. sicula R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata R. spinosissima Grand R. roxburghii R. spinosissima R. arvensis R. elliptica R. majalis R. mollis R. rubiginosa R. canina R. pendulina R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG R. micrantha R. persica 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 43: Überblick über den (all-E)-Zeaxanthin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten Anhang XXXIV ******HIERARCHICAL CLUSTER ANALYSIS****** (all-E)-Zeaxanthin Dendrogram using Ward Method Rescaled Distance Cluster Combine CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ canina rubiginosa micrantha jundzillii tomentella agrestis elliptica caesia spinos. g. pendul. b sherardii mollis majalis multiflora persica moschata roxburghii stellata arvensis sicula arkansa nbg nitida sweginzowii begger. g. filipes pendulina arkansa sgh spinosi rugosa rege beggeria 10 11 2 24 23 8 14 27 18 30 5 12 13 21 1 26 17 19 15 25 3 28 22 6 29 9 20 16 4 7 òø òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òôòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó ò÷ ó òø ó òôòòòø ó ò÷ ó ó òø ùòòòòòòòòòø ó òú ó ó ó òôòòò÷ ó ó òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ òú ó ò÷ ó òòòòòòòòòòòòòòò÷ Abbildung 44 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-Zeaxanthin- Gehalt Anhang XXXV “Bourgogne” Interplant R. filipes R. nitida R. caesia R. moschata R. sicula R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata R. spinosissima Grand R. roxburghii R. spinosissima R. arvensis R. elliptica R. majalis R. mollis R. rubiginosa R. canina R. pendulina R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG R. micrantha R. persica 0 2 4 6 8 10 12 14 16 Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 45: Überblick über den (all-E)-β-Crypthoxanthin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten 18 Anhang XXXVI ******HIERARCHICAL CLUSTER ANALYSIS****** (all-E)-β-Cryptoxanthin Dendrogram using Ward Method Rescaled Distance Cluster Combine CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ stellata moschata arvensis persica multiflora tomentella agrestis canina roxburghii pendul. b elliptica majalis caesia rubiginosa micrantha jundzillii sherardii filipes sweginzowii sicula spinos. g. mollis pendulina arkansa sgh begger. g. beggeria spinosi nitida arkansa nbg rugosa rege. 19 26 15 1 21 23 8 10 17 30 14 13 27 11 2 24 5 29 22 25 18 12 9 20 6 7 16 28 3 4 òø òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òú òôòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó òú ó ò÷ ó òø ó òôòòòòòø ó ò÷ ó ó òø ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ òú ó òôòø ó ò÷ ùòòò÷ òòò÷ Abbildung 46 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-β-Cryptoxanthin- Gehalt Anlage XXXVII “Bourgogne” Interplant R. filipes R. nitida R. caesia R. moschata R. sicula R. jundzillii R. tomentella R. sweginzowii R. multiflora R. arkansana SGH R. stellata R. spinosissima Grand R. roxburghii R. spinosissima R. arvensis R. elliptica R. majalis R. mollis R. rubiginosa R. canina R. pendulina R. agrestis R. beggeriana R. beggeriana var. glab. R. sherardii R. rugosa R. arkansana NBG R. micrantha R. persica 0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 Carotinoidgehalt [mg/100gTM] Abbildung 47: Überblick über den (all-E)-Rubixanthin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten Anhang XXXVIII ******HIERARCHICAL CLUSTER ANALYSIS****** (all-E)-Rubixanthin Dendrogram using Ward Method Rescaled Distance Cluster Combine CASE 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ stellata multiflora persica spinosi spinos. g. roxburghii arvensis moschata agrestis filipes canina majalis tomentella elliptica arkansa nbg mollis rugosa rege begger. g. pendulina arkansa sgh sicula nitida micrantha caesia sherardii beggeria jundzillii pendul. b rubiginosa sweginzowii 19 21 1 16 18 17 15 26 8 29 10 13 23 14 3 12 4 6 9 20 25 28 2 27 5 7 24 30 11 22 òø òú òú òú òú òú òôòø òú ó òú ó ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø òø ó ó òú ó ó òôò÷ ó ò÷ ó òø ó òú ó òôòòòòòòòòòòòòòø ó òú ó ó òú ó ó ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷ òø ó òú ó òôòòòòòòòòòòòòò÷ òú òú òú òú òú òú ò÷ Abbildung 48 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-Rubixanthin- Gehalt Literaturverzeichnis XXXIX Literaturverzeichnis Bean W.J.: Trees and Shrubs Hardy in the British Isles, rev. 8th edit., Vol. 4 Ri - Z. Verlag John Murray, London 1980 Blaschek W. et al. (Hrsg.): Hagers Handbuch der Pharmazeutischen Praxis. Folgeband 3: Drogen L - Z. 5. Auflage. Springer-Verlag, Berlin 1998: 444-465 Böhm V., Lycopene and Cardiovascular Diseases. http://www.lycocard.com/index.php/lyco_pub/disease/. 20.04.2007; 4 Seiten Britton, G., Overview of Carotenoid Biosynthesis. In: Carotenoids, Vol. 3: Biosynthesis and Metabolism. Britton, G.; Leeaen-Jensen, S.; Pfander, H. Eds. Birkhauser Verlag Basel – Boston – Berlin 2004; 13-147. Britton, G., Liaaen-Jensen, S., Pfander, H. (ed.): Carotenoids. Handbook. Birkhäuser Verlag Basel – Boston – Berlin 2004 Brumme H., Dietze P., Hrsg. in Zusammenarbeit m. d. Europa-Rosarium Sangerhausen: PlantaPro Datenbank. Rosen. (CD-ROM) Verlag Ulmer, Stuttgart 2002 Fiasson J-L., Raymond O., Piola F., Sanlaville-Boisson C., Jay M.: Chemotaxonomy and Molecular Taxonomy. In: Roberts A., Gudin S. (Hrsg.): Encyclopedia of Rose Science. 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Verlag Elsevier, London 2003: 111-117 Wissemann V. & Ritz C.M.: The genus Rosa (Rosoideae, Rosaceae) revisited: molecular analysis of nrITS-1 and atpB-rbcL intergenic spacer (IGS) versus conventional taxonomy. Botanical Journal of the Linnean Society, Vol. 147; 2005: 275-290. Erklärung Ich erkläre, dass ich die vorliegende Arbeit selbstständig und nur unter Verwendung der angegebenen Literatur und Hilfsmittel verfasst habe. Sämtliche Stellen, die anderen Werken entnommen sind, wurden unter Angabe der Quellen als Entlehnung kenntlich gemacht. Jena, den 4. Juni 2007 ……...………………………………… Sabine Hänniger
