Tauglichkeit verschiedener UV-Leuchtmittel zur - Ti

Tierärztliche Hochschule Hannover
Tauglichkeit verschiedener UV-Leuchtmittel zur
Rachitisprävention bei tagaktiven, UVB-bedürftigen
Reptilien am Beispiel von Pogona vitticeps
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer
Doktorin der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae (Dr. med. vet.)
vorgelegt von
Ilona Duda
Berlin
Hannover 2011
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. H. Hackbarth
Institut für Tierschutz und Verhalten
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. H. Hackbarth
2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. M. Fehr
Tag der mündlichen Prüfung: 28.10.2011
Meinem Ehemann Mike Duda
Inhaltsverzeichnis
1. Einleitung ................................................................................................................ 7
2. Literaturübersicht .................................................................................................... 9
2.1 Vitamin D ........................................................................................................... 9
2.1.1 Biosynthese ................................................................................................ 9
2.1.2 Speicherung .............................................................................................. 10
2.1.3 biologisch wichtige Funktionen des Calcitriol ............................................ 11
2.2 Rachitis ........................................................................................................... 11
2.2.1 Ätiologie .................................................................................................... 12
2.2.2 Pathogenese ............................................................................................. 12
2.2.3 Klinik ......................................................................................................... 13
2.2.4 Diagnose ................................................................................................... 14
2.2.5 Therapie, Prognose und Prophylaxe ......................................................... 14
2.3 Ultraviolettes Licht ........................................................................................... 15
2.3.1 Bedeutung von UV-Licht für Reptilien ....................................................... 15
2.3.2 Messung und Bewertung von UV-Licht ..................................................... 16
2.3.3 UV-Leuchtmittel......................................................................................... 18
2.4 Haltung von Pogona vitticeps .......................................................................... 19
2.4.1 Terrarien ................................................................................................... 20
2.4.2 Temperatur und Beleuchtung .................................................................... 20
2.4.3 Bodengrund .............................................................................................. 22
2.4.4 Ernährung ................................................................................................. 22
2.4.5 Inkubation und Aufzucht............................................................................ 23
2.4.6 Geschlechtsbestimmung ........................................................................... 23
2.4.7 Sozialverhalten.......................................................................................... 24
3. Material und Methoden ......................................................................................... 26
3.1 Versuchsaufbau .............................................................................................. 26
3.1.1 UVB-Leuchtmittel ...................................................................................... 26
3.1.2 Terrarien und sonstiges Material ............................................................... 27
3.1.3 Tiere .......................................................................................................... 30
3.2 Methoden ........................................................................................................ 31
3.2.1 Haltung der Tiere und Gruppenzuteilung .................................................. 31
3.2.2 Erhebung von Daten ................................................................................. 33
3.2.3 Untersuchungen ........................................................................................ 34
3.2.4 Statistische Tests ...................................................................................... 36
3.3 Besonderheiten ............................................................................................... 37
4. Ergebnisse............................................................................................................ 39
5. Diskussion ............................................................................................................ 61
6. Zusammenfassung ............................................................................................... 67
7. Summary .............................................................................................................. 68
Literaturverzeichnis .................................................................................................. 69
Anhang ..................................................................................................................... 73
Anhang 1: Tabellen ............................................................................................... 73
Anhang 2: Statistik ................................................................................................ 85
Anhang 3: Röntgenbilder....................................................................................... 99
Danksagung ........................................................................................................... 118
1. Einleitung
Rachitis ist in der Reptilienhaltung ein recht häufiges Problem. Diese Erkrankung
kann durch verschiedene Ursachen hervorgerufen werden, unter anderem durch
eine mangelhafte Versorgung der Tiere mit UVB-Strahlung.
In der Praxis kommen solche Fälle recht häufig in verschiedener Ausprägung und bei
unterschiedlichen Tierarten vor, z. B. ein Chameleo calyptratus (Jemenchameleon)
mit insgesamt zehn Frakturen auf allen vier Gliedmaßen, lebenslang verkrüppelte
Land- und Wasserschildkröten oder diverse Pogona vitticeps (Bartagamen) mit
Wirbelfrakturen. Vorberichtlich werden die oftmals schwer erkrankten Tiere häufig
unter UV-Energiesparlampen, -Röhren oder HQI-Strahlern mit relativ geringer
Leistung gehalten, die restlichen Haltungsparameter, wie z. B. das Vorhandensein
einer geeigneten Calciumquelle, geeignetes Futter, das den Herstellerangaben
entsprechende termingerechte Wechseln der Leuchtmittel etc., sei aber immer
korrekt eingehalten worden. Daher ergab sich der Eindruck, dass diese Leuchtmittel
nicht für die Haltung UVB-bedürftiger Reptilien geeignet seien.
Die einzige UV-Lampe, die sich in der Reptilienhaltung bislang eindeutig bewährt hat,
ist die Osram UltraVitalux® mit 300 Watt (persönliche Mitteilung von Dr. Renate Keil,
Hannover, 30.05.2009; Grießhammer et al., 2004). Doch diese Lampe stammt aus
der Solarientechnik und muss unter einigen Vorsichtsmaßnahmen (ein Meter
Abstand zum Tier, 30 Minuten tägliche Bestrahlung) betrieben werden, so dass sie
nicht für jede Tierart geeignet ist.
Aus diesen Gründen stellte sich die Frage, welche Beleuchtungstechnik, außer der
UltraVitalux®, den Haltern zur Rachitisprävention empfohlen werden kann, da die
oben genannten Bedingungen nicht in jedem Terrarium umzusetzen sind und viele
Reptilien auch nicht problemfrei aus ihren Terrarien genommen werden können, um
sie an einem separaten Ort unter die UV-Lampe zu setzen.
Auf dem Markt ist eine Vielzahl der unterschiedlichsten UV-Leuchtmittel vorhanden.
Da in dieser Untersuchung nicht alle auf ihre Tauglichkeit zur Rachitisprävention
7
überprüft werden konnten, wurden fünf verschiedenen Lampentypen exemplarisch
ausgewählt.
Das Ziel dieser Arbeit soll sein, Aussagen über die Tauglichkeit verschiedener UVLampen zur Rachitisprävention bei tagaktiven Reptilien treffen zu können, um so die
Haltungsberatung in der Praxis verbessern zu können.
8
2. Literaturübersicht
2.1 Vitamin D
Die Bezeichnung „Vitamin D“ für Cholecalciferol ist streng genommen nicht korrekt,
da es unter UV-Bestrahlung endogen synthetisiert werden kann (Erben, 2005). Wenn
jedoch eine UV-Bestrahlung ausbleibt, ist der Organismus nicht in der Lage, es
autogen zu synthetisieren, wodurch es wieder zum „Vitamin“ wird (Erben, 2005).
2.1.1 Biosynthese
Bei tagaktiven, freilebenden Tieren wird die Vitamin-D-Biosynthese zu 80% durch
die kutane Synthese induziert, nur ca. 10-20% stammen aus diätetischen Quellen
(Erben, 2005). Die
Synthese des biologisch aktiven 1,25(OH)2-Cholecalciferols
(Calcitriol) findet bei Reptilien, wie auch bei den Säugetieren, in mehreren Schritten
statt (Carman et al., 2000).
Trifft Strahlung mit einer Wellenlänge von 290-315nm auf die Haut, so wird die
Umwandlung von 7-Dehydrocholesterol (Provitamin D3) zu Präcalciferol (Prävitamin
D3) induziert (Bernard und Ullrey, 1999). Die Wellenlänge, bei der die maximale
Synthese von Prävitamin D3 erreicht wird, ist allerdings je nach Autor und
untersuchter Tierart abweichend (Bernard und Ullrey, 1999), diese liegt z.B. nach
Ferguson et al. (2008) bei 298nm (zwischen 290nm und 300nm sollen es laut diesen
Autoren nur noch 60% des maximal erreichbaren Wertes sein), laut Burger et al.
(2007) zwischen 290nm und 300nm, nach Gehrmann und Ferguson (2003) bei
295nm bis 298nm und laut Erben (2005) liegt sie zwischen 290nm und 310nm.
Durch Wärme wird anschließend das Prävitamin D3 zu Cholecalciferol (Vitamin D3)
synthetisiert (Erben, 2005).
Das so in der Haut entstandene Vitamin D3 wird an das Vitamin-D-Bindungsprotein
(DBP) gebunden und gelangt daraufhin in den Blutkreislauf, über welchen es zur
Leber transportiert wird (Bernard und Ullrey, 1999). Nach Schweigert (2005) findet
die Bindung an das DBP allerdings erst in der Blutbahn statt.
9
In der Leber wird das Vitamin D3 am C25-Atom hydroxyliert, wodurch 25Hydroxycholecalciferol (Calcidiol) entsteht (Burger et al., 2007; Schweigert, 2005).
Gesteuert durch das Parathormon und die Calcium/Phosphatkonzentration im Blut
findet im proximalen Tubulus der Niere eine zweite Hydroxylierung des Calcidiols am
C1-Atom statt, so dass das biologisch aktive 1α,25-Dihydroxycholecalciferol
(Calcitriol) entsteht (Burger et al., 2007; Schweigert, 2005). Das Parathormon wirkt,
ebenso wie eine abnehmende Konzentration von Calcium und Phosphat im Blut,
stimulierend auf diesen Prozess, während er durch Calcitriol selbst gehemmt wird
(Schweigert, 2005).
Der Metabolismus der diätetischen Formen des Vitamin D3 in Reptilien ist noch nicht
völlig bekannt, auch wenn er oft im Falle des Unvermögens, den Tieren natürliches
Sonnenlicht oder ausreichende künstliche UV-Bestrahlung zukommen zu lassen, die
einzige Alternative darstellt (Hibma, 2004). Allerdings existieren bislang keine
wissenschaftlich fundierten Arbeiten zur minimal notwendigen Dosierung des Vitamin
D (McWilliams, 2005).
2.1.2 Speicherung
Die orale Aufnahme von Vitamin D3 kann bei Überdosierung zur Intoxikation führen
(Ferguson et al., 2010; Schweigert, 2005). Bei der kutanen Synthese kann dies nicht
geschehen, da, sobald eine Maximalkonzentration von Vitamin D3 erreicht wird,
weitere UV-Bestrahlung zur Photokonversion von Prävitamin D3 in die biologisch
inaktiven Substanzen 24,25-Dihydroxycholecalciferol (Lumisterol) und Tachysterol
führt (Ferguson et al., 2010; Erben, 2005). Insbesondere Lumisterol hat hierbei eine
ausgeprägte Reservoir-Wirkung, da es bei fallenden Prävitamin-D3-Konzentrationen
nach Beendigung der UV-Exposition wieder zu Prävitamin D3 umgewandelt wird, was
eine möglichst effektive Nutzung der verfügbaren UV-Strahlung und einen
Schutzmechanismus gegen übermäßige kutane Vitamin-D-Produktion darstellt
(Erben, 2005).
Gespeichert wird Vitamin D vor allem im Fettgewebe, aber auch in Form des im
Plasma vorliegenden Komplexes aus DBP und Vitamin D3 (Erben, 2005).
10
2.1.3 biologisch wichtige Funktionen des Calcitriol
Calcitriol wirkt wie alle Steroidhormone über eine Interaktion mit einem intrazellulären
Rezeptorprotein, dem Vitamin-D-Rezeptor (VDR), der eine hohe Affinität für Calcitriol
aufweist. Der so entstandene Calcitriol-Rezeptor-Komplex bindet an spezifische
DNA-Sequenzen in der Promotor-Region von Zielgenen, wodurch eine Veränderung
der Gentranskription im Zellkern induziert wird (Erben, 2005).
Auf diese Weise kommt es zur Stimulation der intestinalen Calcium- und
Phosphorresorption durch die Induktion der Bildung eines Calcium-bindendenProteins (Calbindin); daneben fördert es die renal-tubuläre Reabsorption von
Calcium (Scharrer und Wolffram, 2005). Des Weiteren ist Calcitriol für ein
physiologisches
Wachstum
und
die
physiologische
Mineralisation
von
neugebildetem, unmineralisiertem Knochengewebe notwendig, da es wahrscheinlich
die Bildung eines Ca-bindenden-Proteins am Knochen induziert, was zur
Mineralisation des Osteoids durch Ausfällung von Calciumphosphat in Form des
Apatits führt (Reinacher, 2007).
Calcitriol spielt also eine wichtige Rolle bei der homöostatischen Kontrolle des
Blutcalciumspiegels und bei der Aufrechterhaltung der Knochendichte (Schweigert,
2005).
2.2 Rachitis
Bei Rachitis handelt es sich um eine Knochenstoffwechselerkrankung der Jungtiere,
welche der Osteomalazie der adulten Tiere entspricht (Göbel, 2005). Sie bezeichnet
die klassische Definition für das Fehlen von Vitamin D3, was zu dem
Krankheitskomplex des ernährungsbedingten sekundären Hyperparathyreoidismus
(NSHP, nutritional secondary hyperparathyreoidism; fibröse Osteodystrophie) gezählt
wird und die am häufigsten zu beobachtende metabolische Knochenerkrankung bei
Reptilien darstellt (Göbel, 2005). Da die Rachitis den jugendlichen, wachsenden
Knochen betrifft, beziehen sich die Veränderungen vorrangig auf die enchondralen
Verknöcherungsvorgänge im Epiphysenbereich (Reinacher, 2007).
11
2.2.1 Ätiologie
Die NSHP der Reptilien ist eine multifaktorielle Erkrankung, welche durch einzelne
Faktoren
oder
durch
eine
Kombination
aus
fehlerhaften
Haltungs-
und
Ernährungsbedingungen entstehen kann (Göbel, 2005). Ursächlich kommen
mangelhafte
Calcium-
oder
Vitamin-D3-Versorgung,
eine
Imbalance
des
Calcium:Phosphor-Verhältnisses in der Ernährung (dieses sollte nach Göbel (2005)
1:1 bis 2:1 sein, Scott (1997) schlägt ein Verhältnis von 1,5-2,0:1 vor) sowie der
Mangel oder das völlige Fehlen ungefilterten, natürlichen Sonnenlichtes oder eine
Kombination dieser Faktoren in Frage (Göbel, 2005). Sie verursachen eine
Hypocalcämie, was wiederum die Parathyreoidea (Nebenschilddrüse) zu einer
exzessiven Produktion von Parathormon anregt (Göbel, 2005). Das Parathormon
hemmt die Osteoblastenaktivität und stimuliert die Osteoklasten, wodurch es zu
Knochenabbau und Freisetzung von Calcium kommt; außerdem hemmt es die
Calcium- und Phosphatrückresorption in der Niere (Reinacher, 2007).
Es ist allerdings zu beachten, dass Oxalate (zum Beispiel aus der Nahrung) die
Calciumresorption inhibieren, in dem sie Calcium binden (McWilliams, 2005) und so
unresorbierbare Komplexe entstehen, welche mit dem Kot ausgeschieden werden
(Kempf, 2010). Außerdem kann eine Hypoproteinämie, verursacht durch ein Defizit
an diätetischem Protein, einen Mangel an verfügbarem Calcium verursachen, da
dieses, wie oben erwähnt, proteingebunden transportiert wird (McWilliams, 2005).
Somit können also auch diese Umstände zu dem Bild einer Rachitis bzw.
Osteomalazie führen (Kempf, 2010; McWilliams, 2005).
2.2.2 Pathogenese
Durch eine mangelhafte Mineralisation des neugebildeten Knochengewebes infolge
der Hypocalcämie verknöchert das Osteoid nur unzureichend (Reinacher, 2007). Die
Knorpelzellen proliferieren und es kommt zu weichen Knochen (Göbel, 2005).
Die Knorpelmatrix ordnet sich zwar zum Säulenknorpel um, aber eine primäre
Mineralisation am Knorpelmodell bleibt unvollständig oder sogar ganz aus, woraus
eine mangelhafte Degeneration des Säulenknorpels resultiert (Reinacher, 2007).
Dieses äußert sich in einer deutlichen Verbreiterung der Epiphysenknorpelzone, in
12
unzureichender Kapillarsprossung und damit einhergehender unzureichender
Knorpelresorption, das neu gebildete Osteoid wird nur unvollständig mineralisiert
(Reinacher, 2007).
Da die Veränderungen vorrangig den Epiphysenbereich betreffen, kommt es
besonders an verschiedenen Extremitätengelenken und am Rippenknorpel (so
genannter „rachitischer Rosenkranz“, vor allem am Übergang der knöchernen zu
knorpeligen Rippe) zu Knochenauftreibungen (Reinacher, 2007).
2.2.3 Klinik
Ein
Mangel
an
Vitamin
D3
oder
Calcium
führt
zu
metabolischen
Knochenerkrankungen, der Produktion nicht lebensfähiger Eier und Problemen der
Jungtiere beim Schlupf (Burger et al., 2007).
Außerdem können verschiedene Symptome auftreten, wie zum Beispiel ein
verzögertes Wachstum, Bewegungsunlust, steifer oder lahmer Gang, gummiartig
verbiegbare Gliedmaßen oder Kiefer, Deformierung der Wirbelsäule oder bei
Schildkröten ein weicher, eindrückbarer Panzer (Göbel, 2005).
Bei Jungtieren kann man unter anderem beobachten, dass der Dottersackrest nicht
in die Bauchhöhle aufgenommen wird, der Unterkiefer verkürzt ist, der Scheitel sich
aufwölbt oder die Wirbelsäule in Form einer Lordose deformiert ist. Im späteren
Verlauf kommt es dann zur Verkrümmung der distalen Extremitätenenden und es
sind pathologische Frakturen möglich (Zwart, 1987).
Nach Wochen stellt sich eine zunehmende Schwäche der Kiefer ein und es kann an
verschiedenen Knochen zu Grünholzfrakturen kommen. Sollten die Ursachen der
Rachitis auch längerfristig nicht beseitigt werden, können Spontanfrakturen der
Lendenwirbel auftreten, bei völlig entkalktem Skelett kommt es zum Exitus (Zwart,
1987).
Aufgrund des zunehmenden Stabilitätsverlustes im Verlauf der Erkrankung wird die
Knorpelbildung
angeregt,
wodurch
es,
besonders
bei
Echsen,
zu
Umfangsvermehrung im Kiefer- und Gliedmaßenknochen kommt (Göbel, 2005).
13
einer
Bei Schildkröten kommt es durch Zug der innen am Carapax ansetzenden
Gliedmaßenmuskeln oftmals zur starken Deformation des Panzers (Lordose, sog.
„Kamelsattelform“),
welche
nach
Aushärten
des
Panzers
eine
irreversible
Beeinträchtigung für das Tier darstellt, wie zum Beispiel Dyspnoe aufgrund des
eingeengten Lungenfeldes oder Legenot (Scott, 1997).
2.2.4 Diagnose
In der Praxis kann die Diagnose anhand des klinischen Bildes, der Futter- und
Haltungsanamnese, der Röntgenuntersuchung und der Bestimmung der Blutwerte
für Calcium, Phosphor und der alkalischen Phosphatase, welche erhöht sein müsste,
erfolgen (Göbel, 2005; Driggers, 2003; Gyimesi, 2003).
Differentialdiagnostisch kommen eine renale Osteodystrophie, Osteomalazie und
Osteomyelitis in Frage (Göbel, 2005). Außerdem kann eine übermäßige Exposition
mit UV-Strahlung ähnliche Symptome wie ein UV-Mangel hervorrufen, sofern dieser
durch einen renalen sekundären Hyperparathyreoidismus verursacht wird (Driggers,
2003).
2.2.5 Therapie, Prognose und Prophylaxe
Zunächst muss eine Korrektur der abweichenden Haltungsparameter, wie Fütterung,
UV-Bestrahlung und Mineralstoffgaben, vorgenommen werden, im akuten Stadium
können Vitamin D3 (100-500 IE/kg KGW) und Calcium-Glukonat verabreicht werden
(Göbel, 2005; Driggers, 2003; Gyimesi, 2003).
Die Prognose ist abhängig vom Grad der Erkrankung und hat somit eine sehr große
Schwankungsbreite von gut bis infaust (Göbel, 2005).
Neben einer artgerechten Haltung kann eine Substitution von Vitamin D3
prophylaktisch in einer Dosierung von 50 bis 100 IE/kg KGW wöchentlich eingesetzt
werden (Köhler, 1996). Außerdem besteht die Notwendigkeit der Supplementierung
von Calcium (ohne Phosphor), welches durch pulverisierte Sepiaschale, Eierschalen
oder speziell zusammengemischte Zusätze gewährleistet werden kann (Scott, 1997).
14
2.3 Ultraviolettes Licht
Ultraviolettes Licht ist eine Form der elektromagnetischen Strahlung, welche einseitig
an
das
so
genannte
sichtbare
Spektrum
angrenzt,
das
vom
Menschen
wahrgenommen werden kann. Es kann als Welle oder Partikel (Photon) bezeichnet
werden. Wellen können durch die Parameter Strahlungsintensität bzw. Energiedichte
(Watt pro Fläche) oder Energie pro Zeiteinheit (Dosis, z.B. Joule pro Sekunde und
Fläche)
quantifiziert
werden,
während
Photonen
durch
Photonenfluß
oder
Photonenstrahlung quantifiziert werden. Die verschiedenen Wellen sind durch
unterschiedliche Wellenlängen oder Frequenzen charakterisiert. Die Photonen
unterscheiden sich je nach Höhe ihrer Energie, was wiederum abhängig von der
Wellenlänge ist (Gehrmann und Ferguson, 2003).
Das Spektrum der UV-Strahlung liegt zwischen 100nm und 400nm, es liegt also
unterhalb des sichtbaren Lichtes (400-700nm) und der Infrarotstrahlung (7003200nm) (Gyimesi, 2003).
Das ultraviolette Licht wird in drei Bandbreiten unterteilt, das UVA (320-400nm), UVB
(290-320nm) (Ferguson et al., 2010) und UVC (100-290nm) (Driggers, 2003). Nach
der International Commission on Illumination (CIE) wird UVA allerdings von 400nm
bis 315nm, UVB von 280nm bis 315nm und das kurzwellige UVC von 280nm bis
100nm eingestuft (Gehrmann und Ferguson, 2003). Bei Burger et al. (2007) wird der
Bereich des UVB-Lichtes wiederum von 285-320nm angegeben.
2.3.1 Bedeutung von UV-Licht für Reptilien
Das Vorhandensein von UV-Licht führt bei Reptilien zu Wohlbefinden, manche
Spezies werden aktiver und energischer nach UV-Exposition (Gyimesi, 2003).
Strahlende Farben, Appetit und Reproduktionsverhalten nehmen bei vielen Reptilien
durch UV-Exposition zu, die Tiere sind generell gesünder (Ogle, 2003).
UVC ist in der Natur für Reptilien nicht verfügbar, da es bereits in der Stratosphere
durch die Ozonschicht absorbiert wird (Gehrmann und Ferguson, 2003).
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UVB ist in der Natur verfügbar und hat sowohl nützliche (Photobiosynthese des
Vitamin D3) als auch schädliche Effekte, wie zum Beispiel Gewebeschäden
(Gehrmann und Ferguson, 2003). Besonders junge, sich noch im Wachstum
befindende
Tiere
neigen
zu
einer
D-Hypovitaminose
und
sekundären
muskuloskeletalen Störungen bei einem Mangel an Vitamin D (Gyimesi, 2003). Eine
Überexposition mit UVB-Strahlung kann Augen- und Hautschäden, Hautkrebs und
eine verminderte Reproduktion verursachen, wovor sich Reptilien und einige andere
Spezies durch morphologische Adaptionen wie dunkle, UVB absorbierende
Pigmente in der Haut und andere Mechanismen schützen (Ferguson et al., 2010).
Eine dunklere Färbung der Haut deutet also auf eine übermäßige Exposition mit UVStrahlung hin, wie Hibma 2004 am Beispiel von Iguana iguana nachgewiesen hat.
Auf der anderen Seite führt UVB-Strahlung aber auch zur endogenen Synthese von
Vitamin D3 (Ferguson et al., 2010), weshalb es für einige metabolische Prozesse und
das Reproduktionsverhalten von Bedeutung ist (Burger et al., 2007).
UVA kann von einigen Eidechsenarten optisch wahrgenommen werden und spielt
eine Rolle in der sozialen Kommunikation der Tiere, kann jedoch auch, wenn es von
der Haut der Reptilien reflektiert wird, von Raubvögeln wahrgenommen werden und
außerdem den Vitamin A-Gehalt in der Haut erniedrigen (Gehrmann und Ferguson,
2003).
2.3.2 Messung und Bewertung von UV-Licht
Nach Driggers (2003) kann die UV-Intensität mit einem entsprechenden UV-Meter
gemessen werden, die Anwesenheit von UV-Licht kann aber auch durch ein Stück
Zeitungspapier nachgewiesen werden, welches sich nach zwei bis drei Tagen
gelblich verfärbt, wenn es an dem Ort platziert wird, auf den die UV-Lampe
ausgerichtet ist, sofern hier ausreichend ungefilterte UV-Strahlung erreicht wird.
Es kann ebenso ein Spektroradiometer zur Messung eingesetzt werden, welches
eine spektrale Kraftverteilung für das vollständige Lichtspektrum mit einer
Genauigkeit von 1-2nm darstellt. Diese Geräte sind allerdings sehr teuer (ca.
$30.000) und nicht transportabel (Gehrmann und Ferguson, 2003).
16
Eine Alternative hierzu sind Breitband-Radiometer, welche für die Messung eines
Teils des gesamten Lichtspektrums geeignet sind (Gehrmann und Ferguson, 2003).
Die Anschaffungskosten hierfür lagen nach Gehrmann/Ferguson 2003 bei $500$3.000, außerdem sind die Geräte deutlich kleiner als die Spektroradiometer und
tragbar. Der Nachteil dieser Geräte ist, dass ihre spektrale Auflösung (angenommen
etwa 30nm für UVB-Radiometer) deutlich breiter ist als die der Spektroradiometer, so
dass das Ergebnis der Messung nicht gezielt den UVB-Bereich angeben kann, bei
dem die Vitamin D-Synthese erfolgt, da es ein zu breites Spektrum in einem Wert
ausgibt und somit das biosynthetische Potential der UVB-Lichtquelle möglicherweise
nicht genau widerspiegelt (Gehrmann und Ferguson, 2003). Das von Solartech, Inc.,
hergestellte Solarmeter® 6.2 UVB soll sich aber laut Ferguson et al. (2008)
ausschließlich auf den UVB-Bereich beschränken und keinen unerwünschten Input
außerhalb dieser Bandbreite zulassen. Das später entwickelte Solarmeter® 6.4 soll
sich vorrangig auf den Bereich der maximalen Vitamin D3-Synthese beschränken, ist
aber für die menschliche Typ 2-Haut ausgerichtet und eine Übertragbarkeit auf
Reptilien und andere Spezies ist bislang noch unklar (Ferguson et al., 2008).
Außerdem ist zu beachten, dass manche dieser Breitband-Radiometer für spezielle
Lichtquellen hergestellt wurden (wie z.B. monochromatische UVB-Lampen, welche
vergleichsweise wenig UVA und sichtbares Licht erzeugen) und somit nicht für
komplexere Lichtquellen (z.B. natürliches Licht oder künstliches Licht einer
Leuchtstoffröhre)
geeignet
sind.
Lichtenergie
verschiedener
Wellenlängen,
insbesondere Infrarotstrahlung, kann vom Detektor ebenfalls wahrgenommen
werden und so den ausgegebenen Wert erhöhen, was je nach Gerätehersteller in
unterschiedlichem Umfang geschieht und so die gemessenen Werte bei ein und der
selben Lampe Abweichungen aufweisen können (Gehrmann und Ferguson, 2003).
UVB-Strahlung kann auch indirekt mittels „vitamin D conversion ampules“ erfasst
werden, welche 7-Dehydroxycholesterol enthalten und in vitro-Marker für die
biologische Aktivität des UVB-Lichtes darstellen (Gyimesi, 2003). Diese können
entweder als Methode zur Standardisierung der Breitband-Radiometer (Gehrmann
und Ferguson, 2003) oder direkt im Terrarium eingesetzt werden, indem sie in den
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Sonnenplatz der Reptilien gestellt werden, wo dann das 7-Dehydrocholesterol durch
die UVB-Strahlung in Prävitamin D3 konvertiert wird, was dann durch ein Labor
nachgewiesen werden kann und die Effektivität der UVB-Quelle an dem Ort der
Messung widerspiegelt (Gyimesi, 2003).
UV-Strahlung wird in der Einheit Microwatt pro Quadratzentimeter (µW/cm2)
angegeben (Ferguson et a., 2008; Gyimesi, 2003).
2.3.3 UV-Leuchtmittel
Die beste Quelle für UVA- und UVB-Strahlung ist das natürliche Sonnenlicht
(Gehrmann und Ferguson, 2003; Gyimesi, 2003). Eine Exposition mit diesem ist
allerdings bei in Gefangenschaft gehaltenen Reptilien meist nicht möglich, da sie in
der Regel im Haus gehalten werden müssen (Gehrmann und Ferguson, 2003).
Driggers (2003) empfiehlt, basierend auf den Gesichtspunkten Sicherheit und
Effektivität, ReptiSun®-Produkte der Firma ZooMed® in verschieden Stärken je nach
Nähe des natürlichen Habitats der Tiere zum Äquator.
Die stärksten künstlichen UVB-Quellen, die kommerziell zu erwerben sind, sind
Leuchtstoffquarzlampen (Höhensonne), welche ein höheres photobiosynthetisches
Potential aufweisen als das natürliche Sonnenlicht. Leider können durch das starke
UVB und das ebenfalls messbare UVC dieser Lampen starke Schäden sowohl bei
dem Reptil als auch beim Halter auftreten, so dass sie für den generellen Einsatz in
der Herpetologie nicht geeignet sind (Gehrmann und Ferguson, 2003).
Diverse schwächere UVA- und UVB-emittierende Leuchtstoffröhren, wie z.B. die
ReptiSun® 5.0, sind ebenfalls kommerziell erhältlich, welche signifikant aber nicht
gefährlich viel UVB produzieren (Gehrmann und Ferguson, 2003).
Des Weiteren sind Quecksilber-Dampflampen (z.B. Westron® Active UVHeat und
ZooMed PowerSun®) erhältlich, welche simultan Infrarotwärme und UV-Licht
produzieren, deren photobiosynthetisches Potential noch nachgewiesen werden
muss (Gehrmann und Ferguson, 2003). Diese Lampen sollen die beste Wahl für
Reptilien aus warmen, tropischen und Wüstenhabitaten sein (Ogle, 2003).
18
Es ist in jedem Fall zu bedenken, dass UV-Licht von normalem Glas oder Plexiglas®
heraus gefiltert wird und ebenfalls durch feinmaschige Netze partiell gefiltert wird,
weshalb es keinen Nutzen hat, das gehaltene Reptil in einem Aquarium an ein
sonniges Fenster zu stellen, was außerdem die Gefahr der Überhitzung birgt (Girling
und Raiti, 2004; Gyimesi, 2003; Ogle, 2003). Typisches Fensterglas lässt
nachweislich keine Wellenlängen unter 334nm durch, es gibt aber auch UVdurchlässiges Acrylglas, welches in einigen zoologischen Gärten eingesetzt wird,
aber sehr teuer ist und seine Fähigkeit zur UV-Transmission nimmt mit der Zeit ab
(Gyimesi, 2003).
Der UV-Ausstoß der UV-Leuchtmittel nimmt ebenfalls mit der Zeit ab, was bei deren
Einsatz berücksichtigt werden muss, da sie dennoch weiterhin sichtbares Licht
produzieren (Gyimesi, 2003).
Bezüglich des Abstands zwischen dem Leuchtmittel und den Tieren ist zu bedenken,
dass die UV-Intensität dem Inversen-Quadratischen-Abstands-Gesetz folgt, was
bedeutet, dass bei einer Verdopplung des Abstandes die UV-Intensität auf ¼
reduziert wird (Girling und Raiti, 2004; Driggers, 2003).
Welcher Level an UVB oder Vitamin D3 optimal ist, ist für Pogona vitticeps bislang
noch unbekannt (Ferguson et al., 2010).
2.4 Haltung von Pogona vitticeps
Die ausführlichen Haltungsbedingungen sind der einschlägigen Literatur zu
entnehmen,
im
Folgenden
werden
nur
die
Eckdaten,
wie
zum
Beispiel
Beleuchtungsdauer, Temperatur etc., aufgeführt.
Pogona vitticeps kommen ursprünglich aus dem Osten Australiens, wo sie
terrestrisch in den Wüstenregionen leben (Girling und Raiti, 2004; Grießhammer et
al., 2004) und ist die wohl am häufigsten gehaltene Bartagame (Grießhammer et al.,
2004). Die Schlüpflinge dieser Art haben eine Kopf-Rupf-Länge von 39-42mm,
19
ausgewachsen erreichen sie eine Kopf-Rupf-Länge von etwa 250mm (Grießhammer
et al., 2004).
2.4.1 Terrarien
Die Mindestgröße für Terrarien ist gesetzlich vorgeschrieben durch das „Gutachten
des BML über die Mindestanforderungen an die Haltung von Reptilien“ vom 10.
Januar 1997. Dieses bezieht sich auf die Kopf-Rumpf-Länge (KRL) des größten
gehaltenen Tieres ohne Schwanz, gemessen von der Kopfspitze bis zur
Kloakenöffnung. Bei Pogona vitticeps (Bartagame) beträgt die Mindestgröße laut
diesem Gutachten L x T x H = 5 x 4 x 3 multipliziert mit der KRL für ein gehaltenes
Paar, die Maßeinheit entspricht der Einheit, in der die KRL gemessen wurde.
Terrarien können aus verschiedenen Baustoffen gefertigt werden, wie zum Beispiel
Glas, Plexiglas, versiegeltes oder beschichtetes Holz oder Plastik, welche
verschiedene Kriterien erfüllen müssen (Girling und Raiti, 2004):
1. Stabil genug, so dass die Tiere nicht ausbrechen können
2. Gute Haltbarkeit
3. Nicht toxisch
4. Einfach zu reinigen
5. Nicht porös
6. Möglichst günstig und einfach zu bekommen
Die Punkte 2-6 haben ebenso für alle weiteren Einrichtungsgegenstände Gültigkeit
(Girling und Raiti, 2004).
2.4.2 Temperatur und Beleuchtung
Alle Reptilien, also auch Pogona vitticeps, sind exotherme Tiere, sie können also ihre
Körpertemperatur und ihren Stoffwechsel nicht selbständig aufrechterhalten und sind
somit
auf
eine
adäquate
Umgebungstemperatur
angewiesen.
Temperatur,
Luftfeuchtigkeit und Belüftung sind von einander abhängig und beeinflussen sich
gegenseitig (Girling und Raiti, 2004).
20
Im Terrarium sollte ein Temperaturgradient durch entsprechende punktuelle
Erwärmung erreicht werden, außerdem sollte die Temperatur im Becken nachts, und
bei manchen Arten auch saisonal, abgesenkt werden (Girling und Raiti, 2004).
Der Temperaturbereich für Pogona vitticeps liegt bei 25-35°C bei einer relativen
Luftfeuchtigkeit von 30-40%, unter der Wärmelampe sollen 38-42°C erreicht werden
(Girling und Raiti, 2004).
Die Beleuchtung muss in Qualität (Wellenlänge und Intensität) sowie in Quantität
(Beleuchtungsdauer) den Bedürfnissen der Tiere entsprechen, da davon (neben
anderen Faktoren) ihr Mineralstoffhaushalt, das Wohlbefinden und die Reproduktion
abhängig sind (Girling und Raiti, 2004). Die Infrarotstrahlung (Wellenlänge 3.000nm1.000.000nm) soll dabei vorrangig für die Erwärmung verantwortlich sein, das
sichtbare Licht (Wellenlänge 380-780nm) initiiert das Reproduktionsverhalten, das
Spektrum des ultravioletten Lichtes im UVA-Bereich fördert das Wohlbefinden und
typische Verhaltensweisen und der UVB-Bereich hat Einfluss auf die Produktion von
Vitamin D und den Calciummetabolismus (Girling und Raiti, 2004). Die Wellenlänge
von UVA liegt zwischen 320nm und 400nm, die von UVB bei 290-320nm (Adkins et
al., 2003).
Bei freilebenden Pogona vitticeps und einigen anderen Spezies (zum Beispiel
baumbewohnende Chameleons), welche in Gegenden vorkommen, in denen sie
intensiver Sonnenstrahlung ausgesetzt sind, wurde Melanin in der Haut und im
Coelom nachgewiesen, wodurch die Penetration der UV-Strahlung limitiert wird
(Girling und Raiti, 2004).
Die Beleuchtungsdauer soll sich im Idealfall am Tag-Nacht-Rhythmus des
natürlichen Habitats der Tiere orientieren, äquatornah also 12 Stunden Beleuchtung
(und entsprechend 12 Stunden Dunkelheit), weiter nördlich oder südlich schwankt
die Beleuchtungsdauer saisonal zwischen 9 und 14 Stunden (Girling und Raiti,
2004). Grießhammer et al. (2004) sehen für die Haltung von Bartagamen eine
Beleuchtungsdauer von 12 bis 14 Stunden vor.
21
Da die Tiere in der Natur zwischen Licht, Wärme und UV-Strahlung nicht
unterscheiden, sollten sich die Beleuchtungs- und UV-Quellen dicht bei einander
befinden oder aus einer Quelle stammen, so dass ein dem natürlichen Verhalten
entsprechendes „Sonnenbad“ auch eine UV-Exposition mit sich bringt (Gehrmann
und Ferguson, 2003). Außerdem ist die kutane Konversion von Prävitamin D 3 in
Vitamin D3 ein temperaturabhängiger Prozess, was ebenfalls für eine Kombination
aus Wärme und UVB-Strahlung spricht (McWilliams, 2005; Gyimesi, 2003). In dem
Versuch von Dickinson und Fa (1997) stellte sich heraus, dass die hier eingesetzten
Tiere Glühlampen als Wärmequellen bevorzugten.
2.4.3 Bodengrund
Unter klinischen Bedingungen muss das Substrat leicht zu reinigen bzw. zu
entfernen sein, wie zum Beispiel flach ausgelegtes Zeitungspapier. In privater
Haltung sollte das Substrat, das im natürlichen Habitat der gehaltenen Tiere
vorkommt, verwendet werden oder so gut wie möglich nachgeahmt werden (Girling
und Raiti, 2004).
2.4.4 Ernährung
Bartagamen sind omnivor und nehmen sowohl Insekten, Gliedertiere, Spinnen,
Kleinsäuger und andere Reptilien, wie auch Kräuter, Blätter, Gräser, Samen, Blüten
und Früchte als Nahrung in der Natur auf (Grießhammer, 2004).
An tierischer Nahrung kann man Bartagamen Wanderheuschrecken, Grillen,
Heimchen, Schaben und Zophobas-Larven anbieten. Grillen und Heimchen eignen
sich insbesondere für die Aufzucht von Jungtieren. Zu beachten ist aber, dass die
Futtertiere ein paar Tage lang hochwertig ernährt werden müssen, da deren letzte
Fütterung oftmals Tage zurückliegt. Hierzu eignen sich Hundefutterflocken,
Fischfutter, Hefeflocken und feuchte Bestandteile wie Obststücke, Gemüse oder
Blätter und alle Futterpflanzen, die auch zur Fütterung der Bartagamen geeignet sind
(Grießhammer, 2004).
An pflanzlicher Nahrung, welche besonders Jungtieren immer zur Verfügung stehen
sollte, steht ein breites Spektrum ungiftiger Kräuter, wie Löwenzahn, Wegerich, Klee
22
etc. zur Verfügung, außerdem Salate (z. B. Feld-, Rucola- und Endiviensalat) und
verschiedene Gemüse- und Obstsorten (z. B. Karotten). Obst sollte aber aufgrund
des ungünstigen Calcium:Phosphor-Verhältnisses nur ab und zu in kleinen Mengen
verfüttert werden (Grießhammer, 2004).
Zu bedenken ist hierbei, dass nicht jedes Gemüse geeignet ist, da z.B. Tomaten
einen hohen Anteil an Oxalsäure enthalten und somit, wie in Kapitel 3.2.1
beschrieben, bei ad libitum Versorgung zu einer Hypokalzämie führen können
(Kempf, 2010).
Als Calcium-Quelle eignen sich nach Grießhammer et al. (2004) zerbröselte
Sepiaschale, Taubengritt oder kleine Muschel- und Schneckenhäuser, die ständig im
Terrarium angeboten werden sollen. Nach Scott (1997) eignen sich aber ebenso gut
die zerkleinerten Schalen von Eiern.
Ein Napf mit frischem Wasser muss den Tieren im Terrarium zur Verfügung gestellt
werden (Grießhammer, 2004).
2.4.5 Inkubation und Aufzucht
Bartagamen sind ovipar, ihre Gelegegröße variiert zwischen fünf und 35 Eiern. Die
Inkubationsdauer liegt zwischen 63 und 96 Tagen und ist temperaturabhängig. Ein
Brutpflegeverhalten existiert nicht. Es sollte eine Bruttemperatur von 26-29°C
eingehalten werden. Als Brutsubstrat hat sich feuchtes Vermiculite® bewährt
(Grießhammer et al., 2004).
Die Jungtiere werden mit dem gleichen Futter versorgt, das auch adulten
Bartagamen angeboten werden kann. Allerdings ist zu bedenken, dass das Futter
nicht massiger sein sollte, als der Kopf der Tiere breit ist (Grießhammer et al., 2004).
2.4.6 Geschlechtsbestimmung
Die Geschlechtsbestimmung gelingt in der Regel am besten, wenn mehrere
gleichgroße Tiere miteinander verglichen werden können. Wenn man den Schwanz
vorsichtig nach oben biegt, werden beim Männchen die Wölbungen der
Hemipenistaschen an dessen Unterseite sichtbar, welche beim weiblichen Tier nicht
23
vorhanden sind. Außerdem besitzen die Böcke in der Regel größere Femoralporen
als die Weibchen. Dass die Kloakenöffnung sich bei männlichen Tieren größer
darstellt als bei den weiblichen, ist erst bei ausgewachsenen Tieren deutlich. Unter
Berücksichtigung all dieser Merkmale, besonders dem Vorhandensein oder Fehlen
der Hemipenistaschen, lassen sich Männchen und Weibchen gut voneinander
unterscheiden. Bei Jungtieren ist die Geschlechtsbestimmung allerdings meist sehr
schwierig. Eine Endoskopie ist aber nicht ratsam, da die Verletzungsgefahr für die
Tiere sehr hoch ist und die oben genannten herkömmlichen Methoden in der Regel
ausreichen (Grießhammer et al., 2004).
Neuere Untersuchungen haben ergeben, dass eine Geschlechtsbestimmung auch
sonographisch möglich ist. Unter Verwendung eines Linearschallkopfes mit 14 Herzt
und der Betrachtung von Bartagamen mit mindestens 100 Gramm Körpergewicht
misst der rechte Hoden 1,2cm (0,67 – 1,89cm) in der Länge und 0,67cm (0,33 –
1,06cm) in der Breite und der linke Hoden hat einen Durchmesser von längs 1,36cm
(0,87 – 1,95cm) und quer 0,73cm (0,41 – 1,05cm), während der Follikeldurchmesser
rechts 0,21 – 1,17cm und links 0,17 – 1,29cm beträgt (Wachsmann, 2010).
2.4.7 Sozialverhalten
Bartagamen werden in Gruppen von einem Männchen mit ein bis zwei Weibchen
gehalten, sofern das Terrarium groß genug ist (Girling und Raiti, 2004). Nach
Grießhammer et al. (2004) handelt es sich bei diesen Tieren allerdings um
Einzelgänger, die sich in der Natur ausschließlich zur Paarungszeit treffen.
Männliche Tiere sind untereinander in der Regel aggressiv, was sich in
Drohgebärden wie Aufstellen der Kehlwamme, Schwanzpeitschen, sowie Angreifen
und Beißen äußert (Girling und Raiti, 2004; Grießhammer et al., 2004). Eine Haltung
im selben Terrarium, aber auch bereits in Sichtweite in einem separaten Terrarium
verursacht bei dem weniger dominanten Tier signifikanten Stress (Girling und Raiti,
2004). Bei Grießhammer et al. (2004) ist sogar zu lesen, dass sich bei Haltung
mehrerer Tiergruppen diese untereinander nicht sehen können dürfen, da es sonst
allein aufgrund des visuellen Stresses zu Todesfällen kommen kann.
24
Bei Jungtieren zeichnen sich die dominanten Tiere dadurch aus, dass sie am
gierigsten und aggressivsten bei der Futteraufnahme vorgehen, so dass der
Größenunterschied zwischen gleichalten, in Gruppen gehaltenen Tieren immer
größer wird (Grießhammer et al., 2004).
Aggressionen äußern Bartagamen durch Kopfnicken, welches zum Teil durch
Aufstampfen mit den Vorderfüßen, dem Schwarzfärben der Kehle und der
Schwanzspitze unterstützt wird. Reagiert das Gegenüber nicht ausreichend devot
(zum Beispiel durch das Drehen und Winken mit den Vorderbeinen), wird angegriffen
und schließlich gebissen. In Gefangenschaft gehaltene Tiere müssen in diesem Fall
getrennt werden (Grießhammer et al., 2004).
25
3. Material und Methoden
3.1 Versuchsaufbau
3.1.1 UVB-Leuchtmittel
Verwendet wurden fünf verschiedene Leuchtmittel: die UltraVitalux® von Osram mit
300 Watt (Osram), die PowerSun® 160 Watt von ZooMed (PowerSun®), die
BrightSun® UV Desert 70 Watt von Lucky Reptile (mit dem Vorschaltgerät Bright
Control Pro® der selben Firma) (UV Desert), die Reptisun® 10.0 von ZooMed als
Röhre mit 610 mm Länge und 18 Watt (mit entsprechender Betriebseinheit und
Reflektor der Firma Arcadia) (Röhre) und als Compact Lampe mit 26 Watt
(Compact). Die Osram UltraVitalux® wurde in diesen Test aufgenommen, da sie
nach den Erfahrungen der Praxis für Reptilien von Frau Dr. Renate Keil, Hannover,
sowie einiger anderer Kollegen, die Lampe ist, bei der es unter guten Haltungs- und
Ernährungsbedingungen nicht zu einer Rachitis kommen soll. Dieses Leuchtmittel
wird auch von Grießhammer et al. (2004) als dasjenige empfohlen, mit welchem seit
Jahrzehnten die besten Ergebnisse in der Haltung von Bartagamen erzielt werden
konnten. Allerdings wird ein Mindestabstand von einem Meter angeraten, da es sonst
zu Haut- und Augenschäden kommt, und eine Beleuchtungsdauer von 30 bis 60
Minuten vorgeschlagen. Bezüglich der PowerSun® von ZooMed sagen Girling und
Raiti (2004), dass diese einen besonders hohen Ausstoß an UVB-Strahlung haben
soll und eine mögliche Einsatzdauer von 18 bis 24 Monaten. Die BrightSun® UV
Desert von Lucky Reptile soll laut Diegel (2011) und Kempf (2010) ein Leuchtmittel
sein, dass den Haltern von Reptilien empfohlen werden kann. Leuchtstoffröhren
hingegen sollen meist nur über kurze Zeit eine geringe Menge UVB-Strahlung
abgeben,
weshalb
angenommen
wird,
dass
diese
evtl.
für
schattige
Amphibienterrarien, nicht aber für tagaktive, UV-bedürftige Reptilien einzusetzen sind
(Kempf, 2010).
26
Von jeder Leuchtmittelart wurden jeweils 6 Exemplare eingesetzt um Vergleichswerte
zu erhalten. Jedes Leuchtmittel erhielt mit einem wasser- und hitzebeständigen Stift
eine Nummer, die der des mit diesem beleuchteten Tier entsprach.
3.1.2 Terrarien und sonstiges Material
In Anlehnung an den von Girling und Raiti (2004) vorgeschlagenen Aufbau von
Terrarien für die Unterbringung in einer Klinik und die Unterbringung der Tiere im
Versuch von Hibma (2004) wurden für diesen Versuch die Terrarien mit einigen
Modifikationen wie folgt aufgebaut:

Pro Leuchtmittelart je ein 2m x 60cm (BxT) Holzterrarium (16mm Sperrholz
furniert), dessen Höhe an die jeweiligen Erfordernisse der Leuchtmittel
angepasst wurde (2 x 1,30m hoch und 3 x 80cm hoch).

Jedes Terrarium wurde durch 4 Rückwandholzplatten (5mm dick) in 5 Abteile
unterteilt, jedem Tier standen also 40cm x 60cm (BxT) Fläche zur Verfügung.

Pro Holzterrarium wurden je 5 Frontscheiben aus Plexiglas (6mm dick) mit
jeweils einem 2cm großen Loch (zum Hineingreifen, damit die Terrarien
geöffnet werden können) eingesetzt.

Die Plexiglasscheiben wurden von 2 Führungsschienen gehalten, die oben
und unten jeweils eine Aussparung von 1,5cm aufwiesen.
27
Abbildung 1: Beispiel eines Terrariums ohne Einrichtung während der
Aufbauphase
Außerdem kamen folgende weitere Materialien zum Einsatz:

Bodengrund: 1cm handelsübliche Blumenerde, Firma HAWITA FLOR

Grundbeleuchtung aus 2 Leuchtstoffröhren (jeweils 90cm, 21 Watt T5 cool
White) pro 2m Terrarium und je 1 Wärmelampe (60Watt Reflektorlampe R80)
pro Tier; unter der Wärmelampe wurde bei jedem Tier eine Temperatur von
38°C erreicht.

Waage (Firma OHAUS, Typ Explorer, Einstellung Animal)

Handelsüblicher Zollstock

Solarmeter® Model 6.2 UVB, Firma ZooMed

Futternäpfe: 25 Petrischalen mit 9,1cm Durchmesser und 0,7cm Tiefe
28

Wassernäpfe: 25 Petrischalen mit 8,5cm Durchmesser und 1,4cm Tiefe

Näpfe für gemörserte, ca. 2mm große Stückchen Eierschale (Calciumquelle):
25 Mikroskopiernäpfe aus Schwarzglas mit 4cm Kantenlänge, deren
Vertiefungen je 3cm Durchmesser und 1cm Tiefe haben.

Halbrunde Unterschlupfmöglichkeit aus Pappe, die bei Verschmutzung ersetzt
wurde.

“Leerlaufkasten”: hier fanden sich von jeder UV-Leuchtmittelart jeweils ein
Exemplar zur Reserve, damit im Falle eines Defektes einer UV-Lampe aus
den Tierbecken diese durch eine ebenso lange in Betrieb gewesene ersetzt
werden konnten; dieser Leerlaufkasten stand mittig auf 2 der 80cm hohen
Terrarien; Maße: 2m x 0,60m x 1,30m (BxTxH), Seitenwände und
Deckelplatte aus 16mm Sperrholz furniert, Rückwand sowie die die 4
Trennwände aus Rückwandholzplatten (5mm dick), die unten auf 2
Holzbalken standen

2 weitere Holzbalken, damit eines der 80cm hohen Terrarien nicht direkt auf
den beiden 1,30m hohen Terrarien aufsteht (ist mittig auf ihnen platziert)

3 Rückwandholzplatten 2m x 1,30m → Sichtschutz zwischen den sich
gegenüber stehenden Terrarien

Diverse Lampenfassungen, Kabel, Zeitschaltuhren und Mehrfachsteckdosen
29
Abbildung 2: „Leerlaufkasten“ auf 2 Terrarien, Lampen Nr. 27 und 29
eingeschaltet
3.1.3 Tiere
Als Versuchstiere sind 25 Tiere der Art Pogona vitticeps herangezogen worden,
welche in fünf Gruppen zu je fünf Tieren eingeteilt wurden, die jeweils einer
Leuchtmittelart zugeordnet waren. Die Tiere stammen aus zwei Gelegen, welche bei
Frau Dr. R. Keil, Hannover, bei 28°C inkubiert wurden und deren Schlupftermine
zwischen dem 10.-13.05.2009 und 14.-18.05.2009 lagen. Nach dem Schlupf
erhielten alle Tiere die gleiche Menge und Zusammensetzung an Futter und wurden
mit derselben UV-Quelle bestrahlt. Die meisten der hier eingesetzten Tiere stammten
aus demselben Gelege. Um zu vermeiden, dass evtl. eine Gruppe schneller oder
30
langsamer wächst, weil sie ausschließlich aus derselben Zucht stammen, wurden die
Tiere ihrer Herkunft nach wie folgt eingeteilt:

Herkunft 1: Tier Nummer 2, 3, 4, 7, 8, 9, 12, 13, 14, 16, 17, 18, 19, 21, 22, 23,
24

Herkunft 2: Tier Nummer 1, 5, 6, 10, 11, 15, 20, 25
Da zu dem Zeitpunkt, als der Versuch begann, die Geschlechter der Tiere noch
nicht bestimmt werden konnten, wurden diese zufällig eingeteilt.
Aufgrund der möglichen, unter Sozialverhalten in Kapitel 3 beschriebenen
innerartlichen Aggressionen, besonders unter männlichen Tieren der Art Pogona
vitticeps, wurden die Tiere in diesem Versuch einzeln und mit Sichtschutz gehalten,
so dass es nicht zu einem Kümmern aufgrund sozialen Stresses kommen konnte.
3.2 Methoden
3.2.1 Haltung der Tiere und Gruppenzuteilung
Die Tiere wurden in fünf Gruppen eingeteilt, die jeweils mit einer Lampenart nach
Herstellerangaben (Leuchtdauer und Abstand zum Tier) bestrahlt wurden:

Die Osram UltraVitalux® wurde mit 1m Abstand zum Tier betrieben und lief
täglich eine halbe Stunde. Da diese Lampen sehr heiß werden, wurden nicht
alle gleichzeitig angeschaltet. Lampe Nummer 5 lief von 11.00 bis 11.30 Uhr,
Nummer 4 von 11.45 bis 12.15 Uhr, Nummer 3 von 12.30 bis 13.00 Uhr,
Nummer 2 von 13.15 bis 13.45 Uhr, Nummer 1 von 14.00 bis 14.30 Uhr und
die Ersatzlampe Nummer 30 von 15.00 bis 15.30 Uhr. Wie an der
Nummerierung dieser Lampen zu erkennen handelt es sich hierbei um die
Becken mit den Tieren der Nummer 1-5.

Die PowerSun® wurde mit 80cm Abstand zum Tier betrieben und hatte eine
Laufzeit von 8 Stunden täglich. Daher lief dieser Lampentyp, ebenso wie die
restlichen UV-Leuchtmittel jeweils von 11.00 bis 19.00 Uhr. Die Lampen und
31
Tiere dieser Gruppe erhielten die Nummern 6-10, die Ersatzlampe war
Nummer 28.

Die BrightSun® UV Desert wurde mit einem Abstand von 50cm zum Tier
betrieben und wurde den Tieren mit den Nummern 11-15 zugeordnet. Die
Ersatzlampe dieser Gruppe trug die Nummer 26.

Die ReptiSun® 10.0 Compact Lampe wurde zunächst mit 60cm Abstand zum
Tier betrieben, was aber nach 150 Stunden Laufzeit am 21.06.2009 um 17.00
Uhr auf 50cm reduziert wurde (den Angaben des Herstellers folgend). Unter
diesem Leuchtmittel befanden sich die Tiere mit den Nummern 16-20 und die
Ersatzlampe war Nummer 27.

Die ReptiSun® 10.0 UVB 18 Watt Röhre wurde mit 51 cm Abstand betrieben
und den Tieren der Nummern 21-25 zugewiesen. Die Ersatzlampe hatte die
Nummer 29.
Jedes Tier erhielt seine eigene, nummerierte Box, UV- sowie Wärmelampe.
Die Wärmelampen wurden so aufgehängt, dass sich darunter am Boden eine
Temperatur von etwa 38°C einstellte. Sie stellten zusammen mit den T5Leuchtstoffröhren die Grundbeleuchtung da, welche von 09.00 bis 20.00 Uhr in
Betrieb war. Eine Ausnahme waren hierbei die PowerSun® und die BrightSun® UV
Desert, da diese selbst eine ausreichende Temperatur aufbrachten. Das führte dazu,
dass in diesen Becken die Grundbeleuchtung nur von 09.00 bis 11.10 Uhr und von
18.55 bis 19.00 Uhr eingeschaltet wurde. Eine Reduzierung der Beleuchtung zur
Einleitung eines Winterschlafes wurde unterlassen, um durchgehende, ständig
vergleichbare Ergebnisse zu erhalten.
Die Raumtemperatur wurde auf 22°C eingestellt bei einer relativen Luftfeucht von 50
bis 60%.
Die Tiere wurden unter standardisierten Bedingungen gehalten, erhielten also alle
die gleiche Mineralstoff-, Futter- und Wasserversorgung, den gleichen Bodengrund
und gleiche Temperaturen.
32
Als Futter dienten abgezählte Mengen an Heimchen und Grillen der entsprechenden
Größe, die vor der Verfütterung einige Tage mit Zierfischflockenfutter und dem
jeweils den Bartagamen angebotenen Frischfutter versorgt wurden (wie von
Grießhammer et al., 2004, empfohlen). Außerdem stand jedem Tier täglich frisches
Wasser sowie Frischfutter ad. lib. zur Verfügung. Es wurde täglich immer nur eine
Sorte an Frischfutter angeboten. Hierbei kamen zum Einsatz: geraspelte Möhre,
Löwenzahn, Breiter und Spitzer Wegerich, Weißer Klee, Kahles Bruchkraut, SchafGarbe, Eisbergsalat (selten), Feldsalat, geraspelte Schlangengurke, Lollo rosso und
bionda, Rucola und Endivien-Salat. Diese Futtermittel wurden so geschnitten bzw.
geraspelt, dass sie der Größe der Tiere angepasst waren.
3.2.2 Erhebung von Daten
Einmal pro Woche wurden die Tiere gewogen und ihre Kopf-Rumpf-Länge (KRL)
notiert, sowie der UVB-Ausstoß der Leuchtmittel gemessen. Diese Messung fand
immer in 10cm weniger Abstand zur Lampe statt, als er vom Hersteller für das
entsprechende Leuchtmittel angegeben worden ist, da das Messgerät senkrecht
stehend benutzt werden musste und eine Höhe von 10cm aufwies. Diese Differenz
wurde im Anschluss wieder ausgeglichen, indem mit dem eigentlichen Abstand des
Leuchtmittels zum Tier die bei diesem ankommende UVB-Strahlung durch das
Inverse-Quadratische-Abstands-Gesetz (I2=I1*(r1/r2)^2 mit I1=gemessener UVBWert, I2=berechneter UV-V-Wert, r1=Abstand, in dem gemessen wurde und
r2=tatsächlicher Abstand zum Tier) berechnet wurde.
Die Methoden zur Erfassung des Körpergewichtes (KGW) und der Kopf-RumpfLänge (KRL) der Tiere richteten sich nach denen des Versuchs von Hibma (2004). In
seinem
Versuchsaufbau
wurden
auch
noch
drei
weitere
Parameter
zum
Größenwachstum bestimmt, doch stellte sich heraus, dass KGW und KRL den
besten Hinweis auf das gesamte Wachstum geben (Hibma, 2004).
Die Tiere wurden für die Bestimmung des KGW einzeln in eine Box gesetzt und
dann auf einer Waage (Firma OHAUS, Typ Explorer, Einstellung Animal) gewogen,
die zuvor mit dem Gewicht der Box tariert wurde. Am Tag zuvor wurde eine
Futterpause eingelegt.
33
Die KRL wurde bestimmt, indem jedes einzelne Tier auf ein Zentimetermaß gesetzt
wurde und der Abstand zwischen Nasenspitze und Kloake abgelesen wurde. Zur
Sicherheit wurde diese Messung zweimal wiederholt und bei einer Abweichung von
1mm oder mehr auch noch ein drittes Mal, um genaue Werte zu erhalten.
Zur Messung des UVB-Ausstoßes wurden zwei digitale UVB-Radiometer Model
Solarmeter® 6.2 UVB der Firma ZooMed eingesetzt, deren Messbereich zwischen
280nm und 320nm liegen soll mit einem Peak bei etwa 290nm. Mit diesen Geräten
wurde nacheinander der jeweils maximal erreichte UVB-Wert der einzelnen
Leuchtmittel ermittelt (bei jeder Lampe wurde also zweimal gemessen) und
anschließend die so erhaltenen Messwerte der beiden Radiometer miteinander
verglichen, um Ungenauigkeiten zwischen diesen erkennen zu können. Auf ihre
Messgenauigkeit wurden die Radiometer in der Leibnitz-Universität Hannover,
Bereich UV-Dosimetrie, geprüft.
Außerdem war zu berücksichtigen, dass die Leuchtmittel eine gewisse Einlaufphase
haben, in denen die maximalen Werte der UVB-Produktion noch nicht erreicht
wurden. Dieser Tatsache wurde Rechnung getragen, indem bei der Osram
UltraVitalux nach 15 Minuten Einlaufzeit und bei allen anderen Leuchtmitteln nach
frühestens 1 Stunde und 30 Minuten mit der Messung begonnen wurde. Es wurden
die jeweils maximal erreichten Werte von jedem einzelnen Leuchtmittel notiert.
Außerdem wurde am 04.10.2009 der Radius bestimmt, in welchem die maximalen
UVB-Werte gemessen werden konnten.
3.2.3 Untersuchungen
Ein adspektorischer und wenn erforderlich auch palpatorischer Gesundheitscheck
wurde täglich durchgeführt.
Zusätzlich zu den oben genannten Messungen wurden die Tiere vierteljährlich
geröntgt, um eine Abweichung in der Knochendichte darstellen zu können. Die
Röntgenuntersuchung fand in der Klinik für Zier- und Wildvögel der Stiftung
Tierärztliche Hochschule Hannover statt. Für die ersten Aufnahmen vom 04.06.2009,
31.08.2009 (nur Tier Nummer 9), 02.09.2009 und 07.12.2009 wurde ein
34
konventionelles Röntgengerät benutzt (Veterinär Diagnost 40®, Firma Philips;
Automatischer Entwickler: Optimax X-Ray Film Processor®, Firma PROTEC
Medizintechnik GmbH & Co. KG, Modell 1170-1-000, 220-240V~, 8.8 A, 50 Hz, 32°C
Betriebstemperatur; Entwickler- und Fixierflüssigkeit: Uniroll-F®, Firma Calbe
Chemie
GmbH;
Röntgenfolienkassetten:
Trimax-System
3M®,
Folientyp
feinzeichnend T2, relative Empfindlichkeit von 100, mit Blei; Röntgenfilme: Euromed
Plus®, Medical X-Ray Screen Film Green Sensitive). Da die Klinik, in der diese
Aufnahme erstellt wurden, im Dezember 2009 an einen anderen Standort umzog und
dort ein neues, digitales Röntgengerät erhielt, wurde am 20.01.2010 noch einmal auf
dem konventionellen Gerät geröntgt und am selben Tag sowie an den folgenden
Röntgenterminen am 14.03.2010 und am 06.06.2010 das digitale Gerät verwendet
(GIERTH HF400 A High Frequency Diagnostic X-Ray Unit; Entwickler: AGFA CR 35X). Das Röntgen am 20.01.2010 wurde durchgeführt, um eine vergleichbare
Einstellung des digitalen Gerätes zum konventionellen zu finden. Dies wurde
zunächst mit einer toten Maus getestet, welche erst mit denselben Werten wie die
Versuchstiere mit dem konventionellen und anschließend mit dem digitalen
Röntgengerät geröntgt wurde, um die Versuchstiere nicht übermäßig zu belasten.
Diese wurden ebenfalls erst mit den bereits vorher verwendeten Einstellung
konventionell, und dann mit der durch die Maus ermittelte Einstellung digital geröntgt
und kontrolliert, ob sich die Knochenstruktur bei beiden verwendeten Geräten
gleichermaßen darstellte.
An den jeweiligen Geräten wurden folgende Einstellungen gewählt:

04.06.2009, 31.08.2009 und 02.09.2009: KV 50 und 0,20s, FFA 73cm

02.09.2009, 07.12.2009 und 20.01.2010 (konventionelles Röntgen): KV 60
und 0,12s, FFA 73cm

20.01.2010 (digitales Röntgen), 14.03.2010 und 06.06.2010: KV 30 und mAS
5,89, FFA 50cm
Die so erhaltenen Bilder wurden von Frau Dr. R. Keil, Hannover und mir unabhängig
voneinander und ohne zu wissen, welche Aufnahme zu welchem Tier und
35
Leuchtmittel gehört, beurteilt. Entsprechend der aus der Literaturübersicht bekannten
Rachitisbefunde wurden folgende Merkmale zur Beurteilung herangezogen:
Deformierung der Wirbelsäule, Verkrümmung der Extremitätenenden, pathologische
Frakturen,
Grünholzfrakturen,
Spontanfrakturen
der
Wirbelsäule,
Umfangsvermehrung der Kiefer- und Gliedmaßenknochen.
Da in diesem Versuch lediglich herausgefunden werden sollte, ob die verwendeten
Leuchtmittel zur Rachitisprävention geeignet sind oder nicht, wurde im Vorfeld
bestimmt, dass, sollte ein Tier während des Tests klinische oder röntgenologische
Veränderungen wie zum Beispiel Rachitis aufweisen, für dieses Tier der Test
umgehend beendet sein sollte, da davon auszugehen wäre, dass eine solche
Erscheinung Folge von unzureichender UVB-Versorgung sei. Zu den oben
genannten röntgenologischen Befunden kamen hierbei noch die adspektorischen
und palpatorischen Untersuchungsmerkmale, wie sie in der Literaturübersicht
beschrieben
wurden,
hinzu.
Dazu
zählen
also
verzögertes
Wachstum,
Bewegungsunlust und ein steifer, lahmer Gang, sowie gummiartig verbiegbare
Gliedmaßen oder Kiefer, eine Verkürzung des Unterkiefers, die Aufwölbung des
Scheitels und eine Lordose der Wirbelsäule.
Die Dauer des Tests richtete sich nach den jeweiligen Herstellerangaben und
benötigte ein Jahr. Dabei ist allerdings für die Auswertung zu berücksichtigen, dass
für die Leuchtmittel PowerSun®, BrightSun® UV Desert sowie ReptiSun® 10.0
Compact Lampe von den jeweiligen Herstellern lediglich eine Laufzeit von sechs
Monaten angegeben wurde, bevor diese hätten ausgewechselt werden sollen.
Sofort nach Ablauf der Studie wurde das Geschlecht der Tiere anhand der von
Grießhammer et al. (2004) beschriebenen adspektorischen Methode bestimmt.
3.2.4 Statistische Tests
Die statistische Auswertung der Messergebnisse erfolgte, nach einer Kontrolle auf
Normalverteilung, mit dem Tukey-Kramer Test und wurde von Herrn Dr. Rohn,
Institut für Biometrie, Epidemiologie und Informationsverarbeitung der Stiftung
Tierärztliche Hochschule Hannover vorgenommen. Herr Dr. Rohn überprüfte
36
ebenfalls anhand einer zwei-faktorielle Varianzanalyse den Einfluss von Geschlecht
und Herkunft der Tiere auf ihre KRL und ihr KGW.
Außerdem wurden die Mittelwerte der Messergebnisse von KRL in Millimetern (mm),
KGW in Gramm (g) und UVB-Ausstoß der Leuchtmittel in Mikrowatt pro
Quadratzentimetern (µW/cm2) berechnet, sowie eine graphische Auswertung dieser
Ergebnisse erstellt. Zusätzlich wurde die Standardabweichung (SD) und die mittlereSD dieser Werte ermittelt. Zu bedenken ist hier, dass die Ersatzlampe der
ReptiSun®-Röhre ohne Reflektor betrieben wurde, was den gemessenen UVBAusstoss dieser um etwa 50% im Vergleich zu den anderen Leuchtmitteln dieser Art
reduzierte. Daher wurde sie bei der Ermittlung des Mittelwertes nicht berücksichtigt.
3.3 Besonderheiten
Es ist an dieser Stelle zu bemerken, dass es am 29.12.2009 um 18.45 Uhr zu einem
Ausfall einer der Hauptsteckdosen gekommen ist, da die Sicherung rausgeflogen
war. Dadurch hatten die Becken 1-5 (Osram-Gruppe) sowie 16-20 (ReptiSun®
Compact-Gruppe) kurzfristig gar keine Beleuchtung und die Becken 21-25
(ReptiSun® Röhren-Gruppe) keine Grundbeleuchtung. Außerdem waren die
Ersatzlampen mit den Nummern 27 (ReptiSun® Compact), 29 (ReptiSun® Röhre)
und 30 (Osram) vorrübergehend ohne Strom. Dieses Problem wurde sofort notdürftig
behoben, indem die Becken 1-5 zunächst über eine andere Stromleitung die
Grundbeleuchtung wieder bekamen, die UV-Lampen hatten ihre tägliche Laufzeit
bereits vollständig gehabt. Ebenso wurde für die Becken 16-20 verfahren, die UVLampen dieser Becken hatten also an diesem Datum 15 Minuten weniger Laufzeit
als eigentlich vorgesehen. Da in den Becken der Nummern 21-25 die UVBeleuchtung unbeeinträchtigt war, konnte hier für diesen Abend auf eine
Grundbeleuchtung verzichtet werden, da die Anzahl der freien Steckdosen leider
begrenzt war. Die Leuchtmittel 27 und 29 blieben aus diesem Grund ebenfalls
ausgeschaltet und hatten somit auch 15 Minuten weniger Laufzeit als vorgesehen,
für Nummer 30 war dies kein Problem, da diese auch bereits ihre volle Laufzeit für
diesen Tag hatte.
37
Am nächsten Tag, dem 30.12.2009, wurde um 10.00 Uhr durch den Elektriker der
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover die Sicherung wieder eingeschaltet und
es konnte alles wieder auf Normalbetrieb umgestellt werden.
Des Weiteren ist zu bemerken, dass es bereits vor Ende des Versuchs zu einigen
Ausfällen der UV-Leuchtmittel kam:
 Ausfall von Lampe Nr. 15 (UV Desert) am 27.06.2009 → ersetzt durch Lampe
Nr. 26
 Ausfall von Lampe Nr. 10 (PowerSun) am 13.08.2009 → ersetzt durch Lampe
Nr. 28
 Ausfall von Lampe Nr. 9 (PowerSun) am 29.08.2009 → Tier Nr. 9 wurde aus
dem Versuch genommen
 Ausfall von Lampe Nr. 8 (PowerSun) am 19.01.2010 → Tier Nr. 8 wurde aus
dem Versuch genommen
Die Tiere der Nummern 8 und 9 wurden in diesem Fall aus dem Versuch
ausgeschlossen, da davon auszugehen ist, dass es ohne UVB-Beleuchtung bei
diesen zu rachitischen Erscheinungen kommen wird. Außerdem war es das Ziel
dieser Arbeit, die Fähigkeit der Leuchtmittel zur Rachitisprävention zu testen und
eine Lampe, die nicht funktioniert, wird eine solche Leistung nicht erbringen können.
38
4. Ergebnisse
Eine vermehrte Dunkelfärbung der Tiere, wie dies Hibma (2004) bei Iguana iguana
nachweisen konnte, wurde in diesem Versuch nicht beobachtet. Außerdem sind
weder Augenschäden noch sonstige Anzeichen einer Überexposition aufgetreten,
was darauf hindeutet, dass es in keinem Fall zu einer übermäßigen UVStrahlendosis gekommen ist.
Die klinische Untersuchung der Tiere war zu jedem Zeitpunkt ohne besonderen
Befund.
Die Bewertung der Röntgenbilder ergab für alle Termine keine offensichtlichen
Auffälligkeiten im Sinne einer Rachitis. Im Anhang dieser Arbeit findet sich von jedem
vierteljährlichen Röntgentermin und jeder Gruppe jeweils ein repräsentatives Bild.
Die Entwicklung des wöchentlich gemessenen UVB-Ausstosses der Leuchtmittel ist
in den Abbildungen 3 und 4 dargestellt. Es ist in beiden Darstellungen sichtbar, dass
sich die Osram UltraVitalux® deutlich von den anderen absetzt. Bei der Bewertung
dieser Tatsache ist aber zu berücksichtigen, dass dieses Leuchtmittel auch nur 30
Minuten täglich eingeschaltet wurde. Des Weiteren ist zu erkennen, dass die
PowerSun®, die BrightSun® UV Desert sowie die ReptiSun®-Röhre in etwa dem
gleichen Bereich starten, jedoch die Röhre das einzige Leuchtmittel ist, welches
diese Leistung auch über die Zeit noch halten kann. Die anderen beiden erreichen
nach zwei bis drei Monaten den Bereich der ReptiSun®-Compact Lampe, welche
ihren Wert sehr konstant über die Zeit halten konnte. Bei dieser ist nach 3 Wochen
ein geringer Anstieg des UVB-Ausstosses erkennbar, welcher aus der vom Hersteller
vorgeschriebenen Reduzierung des Abstandes um 10cm resultiert.
39
Durchschnittswerte Lampen
vergleichend - 6 Monate
Lampen Nr.
1-5, 30
(Osram);
mittlerer
SD=16
120
100
Lampen Nr.
6-10, 28
(PowerSun);
mittlerer
SD=2
µW/cm²
80
Lampen Nr.
11-15, 26
(UV Desert);
mittlerer
SD=6
60
40
Lampen Nr.
16-20, 27
(Compact);
mittlerer
SD=1
20
0
Lampen Nr.
21-25
(Röhre);
mittlerer
SD=2
Abbildung 3: Durchschnittswerte des UV-B-Ausstosses
vergleichend nach 6 Monaten (wöchentlich gemessen)
der
Leuchtmittel
Osram n=6; PowerSun 03.06.-10.08.09 n=6, 17.08.-24.08.09 n=5, 31.08.06.12.09 n=4; UV Desert 03.06.-22.06.09 n=6, 29.06.09-06.12.09 n=5; Compact
n=6; Röhre n=5
In Tabelle 1 sind die Durchschnittswerte des UVB-Ausstosses der Leuchtmittel vom
06.12.2009, sowie die Standardabweichung und die Anzahl der ausgemessenen
Lampen (n) dargestellt.
40
Tabelle 1: Durchschnittswerte des UV-B-Ausstosses der Leuchtmittel am
06.12.2009
Leuchtmittel
gruppe
Durchschnittswert in
µW/cm²
Standardabweichung
n
Lampe 1-5,
30 (Osram)
78
12
6
3
1
4
5
2
5
Lampe 16-20,
27 (Compact)
5
1
6
Lampe 21-25
(Röhre)
15
1
5
Lampe 6-10,
28
(PowerSun®)
Lampe 11-15,
26 (UV
Desert)
Tabelle 2 zeigt die statistische Auswertung der in Tabelle 1 ermittelten Werte in
Bezug auf die Leuchtmittelgruppe. Aus dieser geht hervor, dass lediglich die Osram
UltraVitalux® signifikant höhere Werte aufwies im Verhältnis zu allen restlichen
Leuchtmitteln, da nur bei dieser der adjustierte P-Wert (Adj P) <0,05 war.
41
Tabelle 2: Statistische Auswertung des UVB-Ausstosses der Leuchtmittel am
06.12.2009 mittels Tukey-Kramer Test
Differences of Least Squares Means
Leuchtmittelgruppe 1
Leuchtmittelgruppe 2
Adj P
Compact
Osram
<0,0001
Compact
PowerSun
0,9999
Compact
Röhre
0,1977
Compact
UV Desert
1,0000
Osram
PowerSun
<0,0001
Osram
Röhre
<0,0001
Osram
UV Desert
<0,0001
PowerSun
Röhre
0,1250
PowerSun
UV Desert
1,0000
Röhre
UV Desert
0,1792
Betrachtet man die Werte der Leuchtmittel nach einem Jahr (Abbildung 4, Tabellen 3
und 4), so konnte die Compact Lampe sogar höhere Werte als die UV Desert und die
PowerSun® erreichen. Jedoch ist hier wieder zu berücksichtigen, dass für diese drei
Leuchtmittel eigentlich nur sechs Monate Laufzeit vorgesehen sind.
42
Durchschnittswerte Lampen
vergleichend - 12 Monate
120
100
µW/cm²
80
60
40
20
0
Lampen Nr.
1-5, 30
(Osram);
mittlerer
SD=13
Lampen Nr.
6-10, 28
(PowerSun);
mittlerer
SD=1
Lampen Nr.
11-15, 26
(UV Desert);
mittlerer
SD=4
Lampen Nr.
16-20, 27
(Compact);
mittlerer
SD=1
Lampen Nr.
21-25
(Röhre);
mittlerer
SD=1
Abbildung 4: Durchschnittswerte des berechneten UV-B-Ausstosses der
Leuchtmittel vergleichend nach 12 Monaten (wöchentlich gemessen)
Osram n=6; PowerSun 03.06.-10.08.09 n=6, 17.08.-24.08.09 n=5, 31.08.0917.01.10 n=4, 24.01.-06.06.10 n=3; UV Desert 03.06.-22.06.09 n=6, 29.06.0906.06.10 n=5; Compact n=6; Röhre n=5
In Tabelle 3 sind die Durchschnittswerte der Leuchtmittel in µW/cm² vom letzten
Versuchstag, dem 06.06.2010, aufgeführt, sowie deren Standardabweichung und n.
43
Tabelle 3: Durchschnittswerte des UV-B-Ausstosses der Leuchtmittel am
06.06.2010
Leuchtmittel
gruppe
Durchschnittswert in
µW/cm²
Standardabweichung
n
Lampe 1-5,
30 (Osram)
69
10
6
2
0
3
2
1
5
Lampe 16-20,
27 (Compact)
4
1
6
Lampe 21-25
(Röhre)
13
1
5
Lampe 6-10,
28
(PowerSun®)
Lampe 11-15,
26 (UV
Desert)
Aus Tabelle 4 ist zu entnehmen, dass auch nach 12 Monaten Laufzeit die Osram
UltraVitalux® als einziges Leuchtmittel einen signifikant höheren UVB-Ausstoss
aufwies, da, ebenso wie nach 6 Monaten, nur bei dieser der Adj P <0,05 war.
Tabelle 4: Statistische Auswertung des UVB-Ausstosses der Leuchtmittel am
06.06.2010 mittels Tukey-Kramer Test
Differences of Least Squares Means
Leuchtmittelgruppe 1
Leuchtmittelgruppe 2
Adj P
Compact
Osram
<0,0001
Compact
PowerSun
0,9999
Compact
Röhre
0,2552
44
Leuchtmittelgruppe 1
Leuchtmittelgruppe 2
Adj P
Compact
UV Desert
0,9999
Osram
PowerSun
<0,0001
Osram
Röhre
<0,0001
Osram
UV Desert
<0,0001
PowerSun
Röhre
0,1729
PowerSun
UV Desert
1,0000
Röhre
UV Desert
0,1211
Bei dem Vergleich der gemessenen UVB-Werte ist zu bedenken, dass hier nur die
maximal erreichten Werte gemessen wurden, diese aber auf unterschiedlich großen
Flächen aufzufinden waren. Diese waren bei den Leuchtmitteln Osram, PowerSun®,
UV Desert und Compact kreisförmig, bei der Röhre stellte sie sich elliptisch dar. Die
Ausdehnung dieser Flächen ist in Tabelle 5 dargestellt.
Tabelle 5: Flächen des maximal erreichten UVB-Wertes der einzelnen
Leuchtmittelgruppen
Fläche des
maximalen
UVBWertes
Osram
PowerSun
UV Desert
Compact
Röhre
Radius:
40mm
Radius:
300mm
Radius:
15mm
Radius:
90mm
Ellipse:
300mm x
130mm
Desweiteren war auffällig, dass eine Lampe vom Typ BrightSun® UV Desert zu
Beginn der Testreihe einen deutlich höheren UVB-Ausstoss aufwies als die
restlichen Leuchtmittel dieser Art (74µW/cm², Rest 17-28µW/cm²). Der Grund dafür
könnte sein, dass bei dieser ein anderes Glas verwendet wurde, das stärker UVBdurchlässig war. Allerdings hat sich der Wert dieser einen Lampe innerhalb von
sechs Monaten dem der anderen angeglichen.
45
Die Größenzunahme der Tiere stellte sich wie in Abbildung 5 und 6 dar. Es ist in
beiden Darstellungen zu erkennen, dass alle Tiere in etwa die gleiche
Wachstumsrate zeigten, lediglich die Tiere der PowerSun®-Gruppe hoben sich nach
6 Monaten geringgradig ab. Es ist hierbei aber zu berücksichtigen, dass sich zu
diesem Zeitpunkt nur noch 4 statt 5 Tiere in dieser Gruppe befanden.
Durchschnittswerte Kopf-Rumpf-Länge
Tiere vergleichend - 6 Monate
Tiere Nr. 1-5
110
(Osram);
mittlerer
SD=3
100
Tiere Nr. 610
(PowerSun);
mittlerer
SD=2
Tiere Nr. 1115 (UV
Desert);
mittlerer
SD=2
Tiere Nr. 1620
(Compact);
mittlerer
SD=2
Tiere Nr. 2125 (Röhre);
mittlerer
SD=2
KRLin mm
90
80
70
60
50
40
Abbildung 5: Durchschnittswerte der KRL vergleichend nach 6 Monaten
(wöchentlich gemessen)
Osram n=5; PowerSun 04.06.-24.08.09 n=5, 31.08.09-06.12.09 n=4; UV Desert
n=5; Compact n=5; Röhre n=5
46
Tabelle
6
zeigt
die
Durchschnittswerte
der
KRL,
ebenso
wie
deren
Standardabweichung und die Gruppengröße n am 06.12.2009.
Tabelle 6: Durchschnittswerte der KRL der Tiere am 06.12.2009
Tiergruppe
Durchschnittswert
KRL in mm
Standardabweichung
n
Tier 1-5
(Osram)
103
2
5
Tier 6-10
(PowerSun®)
106
2
4
Tier 11-15
(UV Desert)
99
5
5
Tier 16-20
(Compact)
101
1
5
Tier 21-25
(Röhre)
102
4
5
Aus Tabelle 7 ist zu entnehmen, dass es keine signifikanten Unterschiede bei der
KRL der Tiergruppen nach 6 Monaten Versuchsdauer gab, da der Adj P nicht <0,05
war, obwohl sich die PowerSun® nach dem optischen Eindruck der Grafik aus
Abbildung 5 etwas abzusetzen schien.
47
Tabelle 7: Statistische Auswertung der KRL der Tiere am 06.12.2009 mittels
Tukey-Kramer Test
Differences of Least Squares Means
Leuchtmittelgruppe 1
Leuchtmittelgruppe 2
Adj P
Compact
Osram
1,0000
Compact
PowerSun
0,9726
Compact
Röhre
1,0000
Compact
UV Desert
0,9997
Osram
PowerSun
0,9990
Osram
Röhre
1,0000
Osram
UV Desert
0,9830
PowerSun
Röhre
0,9918
PowerSun
UV Desert
0,7754
Röhre
UV Desert
0,9975
Nach 12 Monaten waren die Tiere der Osram-Gruppe mit denen der PowerSun®Gruppe wieder etwa auf gleichem Niveau und auch zu den anderen Gruppen gab es
keine besonderen Auffälligkeiten, wie auch aus der statistischen Auswertung dieser
Ergebnisse in Tabelle 9 ersichtlich ist (kein Adj P <0,05).
48
160
Durchschnittswerte Kopf-Rumpf-Länge
Tiere Nr. 1Tiere vergleichend - 12 Monate
5 (Osram);
mittlerer
SD=3
140
Tiere Nr. 610
(PowerSun
); mittlerer
SD=3
KRL in mm
120
Tiere Nr.
11-15 (UV
Desert);
mittlerer
SD=5
100
80
Tiere Nr.
16-20
(Compact);
mittlerer
SD=3
60
40
Abbildung 6: Durchschnittswerte
(wöchentlich gemessen)
Tiere Nr.
21-25
(Röhre);
mittlerer
SD=4
KRL
vergleichend
nach
12
Monaten
Osram n=5; PowerSun 04.06.-24.08.09 n=5, 31.08.09-17.01.10 n=4, 24.01.06.06.10 n=3; UV Desert n=5; Compact n=5; Röhre n=5
49
Tabelle 8: Durchschnittswerte der KRL der Tiere am 06.06.2010
Tiergruppe
Durchschnittswert
KRL in mm
Standardabweichung
n
Tier 1-5
(Osram)
149
5
5
Tier 6-10
(PowerSun®)
154
10
3
Tier 11-15
(UV Desert)
145
10
5
Tier 16-20
(Compact)
142
8
5
Tier 21-25
(Röhre)
153
9
5
Tabelle 9: Statistische Auswertung der KRL der Tiere am 06.06.2010 mittels
Tukey-Kramer Test
Differences of Least Squares Means
Leuchtmittelgruppe 1
Leuchtmittelgruppe 2
Adj P
Compact
Osram
0,8482
Compact
PowerSun
0,3260
Compact
Röhre
0,2743
Compact
UV Desert
0,9995
Osram
PowerSun
0,9747
Osram
Röhre
0,9830
Osram
UV Desert
0,9941
50
Leuchtmittelgruppe 1
Leuchtmittelgruppe 2
Adj P
PowerSun
Röhre
1,0000
PowerSun
UV Desert
0,6518
Röhre
UV Desert
0,6284
In den Abbildungen 7 und 8 ist die Entwicklung des Körpergewichtes der Tiere zu
sehen. Bei der Betrachtung der Ergebnisse nach 6 Monaten stellte sich die Situation
so dar, dass die Tiere, die unter der BrightSun® UV-Desert gehalten wurden, die
geringste Gewichtszunahme aufwiesen, während die von der PowerSun® und
UltraVitalux® beleuchteten Tiere am meisten Gewicht zugenommen hatten (siehe
auch Tabelle 10). Die Schwankungsbreite betrug allerdings nur etwa 5g und erwies
sich in diesem Fall nicht als ein signifikanter Unterschied, wie aus Tabelle 11 zu
entnehmen ist (kein Adj P <0,05).
51
40,0
Durchschnittswerte Körpergewicht Tiere
Tiere Nr. 1vergleichend - 6 Monate
5 (Osram);
mittlerer
SD=1,7
35,0
Tiere Nr. 610
(PowerSun
); mittlerer
SD=1,4
KGW in g
30,0
25,0
Tiere Nr.
11-15 (UV
Desert);
mittlerer
SD=1,0
20,0
15,0
10,0
Tiere Nr.
16-20
(Compact);
mittlerer
SD=0,9
5,0
0,0
Tiere Nr.
21-25
(Röhre);
mittlerer
SD=0,8
Abbildung 7: Durchschnittswerte KGW vergleichend nach 6 Monaten
Osram n=5; PowerSun 04.06.-24.08.09 n=5, 31.08.09-06.11.09 n=4; UV Desert
n=5; Compact n=5; Röhre n=5
Tabelle 10: Durchschnittswerte des KGW der Tiere am 06.12.2009
Tiergruppe
Durchschnittswert
KGW in g
Standardabweichung
n
Tier 1-5
(Osram)
37,7
4,3
5
Tier 6-10
(PowerSun®)
38,1
3,2
4
52
Tiergruppe
Durchschnittswert
KGW in g
Standardabweichung
n
Tier 11-15
(UV Desert)
33,3
2,5
5
Tier 16-20
(Compact)
35,2
1,5
5
Tier 21-25
(Röhre)
36,4
1,3
5
Tabelle 11: Statistische Auswertung des KGW der Tiere am 06.12.2009 mittels
Tukey-Kramer Test
Differences of Least Squares Means
Leuchtmittelgruppe 1
Leuchtmittelgruppe 2
Adj P
Compact
Osram
1,0000
Compact
PowerSun
1,0000
Compact
Röhre
1,0000
Compact
UV Desert
1,0000
Osram
PowerSun
1,0000
Osram
Röhre
1,0000
Osram
UV Desert
0,9995
PowerSun
Röhre
1,0000
PowerSun
UV Desert
0,9994
Röhre
UV Desert
1,0000
53
Nach 12 Monaten der Beobachtung stellten sich die Ergebnisse dann so dar, dass
die Tiere der Gruppen PowerSun® und ReptiSun®-Röhre durchschnittlich am
meisten Gewicht zugenommen hatten, während die Tiere der Gruppen ReptiSun®Compact und BrightSun® UV Desert die geringsten Zunahmen aufwiesen. Dies ist in
Abbildung 8 (grafische Darstellung des Verlaufs des wöchentlich gemessenen
Gewichtes der Tiere) und Tabelle 12 (Durchschnittswerte des KGW, deren
Standardabweichung und n am 06.06.2010) deutlich sichtbar.
120,0
Durchschnittswerte Körpergewicht Tiere
vergleichend - 12 Monate
Tiere Nr. 15 (Osram);
mittlerer
SD=4,0
100,0
Tiere Nr. 610
(PowerSun)
; mittlerer
SD=6,9
Tiere Nr.
11-15 (UV
Desert);
mittlerer
SD=4,7
Tiere Nr.
16-20
(Compact);
mittlerer
SD=4,8
Tiere Nr.
21-25
(Röhre);
mittlerer
SD=2,8
KGW in g
80,0
60,0
40,0
20,0
0,0
Abbildung 8: Durchschnittswerte KGW vergleichend nach 12 Monaten
Osram n=5; PowerSun 04.06.-24.08.09 n=5, 31.08.09-17.01.10 n=4, 24.01.06.06.10 n=3; UV Desert n=5; Compact n=5; Röhre n=5
54
Tabelle 12: Durchschnittswerte des KGW der Tiere am 06.06.2010
Tiergruppe
Durchschnittswert
KGW in g
Standardabweichung
n
Tier 1-5
(Osram)
105,3
8,3
5
Tier 6-10
(PowerSun®)
116,6
30,4
3
Tier 11-15
(UV Desert)
97,2
12,0
5
Tier 16-20
(Compact)
91,9
16,5
5
Tier 21-25
(Röhre)
111,1
9,7
5
Trotz der vermeintlich großen Unterschiede von bis zu 24,7g konnten aber auch
nach 12 Monaten in Bezug auf das KGW keine Signifikanzen nachgewiesen werden,
wie aus Tabelle 13 hervorgeht.
Tabelle 13: Statistische Auswertung des KGW der Tiere am 06.06.2010 mittels
Tukey-Kramer Test
Differences of Least Squares Means
Leuchtmittelgruppe 1
Leuchtmittelgruppe 2
Adj P
Compact
Osram
0,6328
Compact
PowerSun
0,1115
Compact
Röhre
0,2040
Compact
UV Desert
0,9981
55
Leuchtmittelgruppe 1
Leuchtmittelgruppe 2
Adj P
Osram
PowerSun
0,8924
Osram
Röhre
0,9963
Osram
UV Desert
0,9663
PowerSun
Röhre
0,9990
PowerSun
UV Desert
0,3384
Röhre
UV Desert
0,5903
Die statistische Auswertung durch Anwendung des Shapiro-Wilk-, KolmogorovSmirnov-, Cramer-von Mises- und Anderson-Darling-Tests ergab, dass sowohl bei
KGW als auch bei KRL Normalverteilung vorlag, da bei all diesen Tests der Wert p
Value <0,05 war (siehe Tabellen 18 und 19 im Anhang, ebenso wie die Tabellen der
restlichen statistischen Erhebungen).
Außerdem wurde mittels des Tukey-Kramer Tests ermittelt, ob die verschiedenen
Lampentypen Einfluss auf die Zunahme von KRL und KGW hatten. Hierbei wurde
deutlich, dass die Zeit der Hauptfaktor in Bezug auf diese Werte darstellte, da hier
die Ergebnisse des Pr>F-Wertes deutlich kleiner als 0,05 waren, nämlich stets
<0,001.
Die Geschlechter der Tiere konnten am Ende der Arbeit anhand der oben genannten
äußeren Merkmale sicher bestimmt werden. Die Verteilung sah folgendermaßen aus:

Männchen: Tier Nummer 2, 5, 6, 8, 12, 13, 16 und 24

Weibchen: Tier Nummer 1, 3, 4, 7, 9, 10, 11, 14, 15, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23
und 25
Daher konnte nun auch getestet werden, ob Herkunft und Geschlecht einen Einfluss
auf KGW oder KRL haben. Es stellte sich heraus, dass das Körpergewicht sowie die
56
Kopf-Rumpf-Länge der Weibchen mit der Herkunft 1 nach einem Zeitraum von sechs
Monaten signifikant größer waren als die derer der Herkunft 2 (Pr>ItI-Wert KGW
0,0363, KRL 0,0006), außerdem waren die Männchen allgemein größer als die
Weibchen (Pr>ItI-Wert Herkunft 1 0,0184, Herkunft 2 0,0491).
Nach 12 Monaten war das KGW allerdings von diesen Faktoren unbeeinflusst, da
kein Pr>ItI-Wert <0,05 war. In Bezug auf die KRL war nach 12 Monate festzustellen,
dass sich die männlichen Tiere der Herkunft 1 gegenüber denen der Herkunft 2
auffällig darstellten (Pr>ItI 0,0566) und die weiblichen Tiere waren signifikant größer
(Pr>ItI 0,0185).
Beim Vergleich der Leuchtmittel in Bezug auf die KGW-Zunahme stellte sich nach
sechs Monaten die PowerSun® gegen die BrightSun® UV Desert als signifikant
besser heraus (adjustierter P-Wert (Adj P) 0,0161), nach 12 Monaten war dies
allerdings nicht mehr gegeben. Stattdessen zeigte die ReptiSun® Compact-Lampe
gegenüber der PowerSun® einen auffälligen Adj P-Wert von 0,0589. Außerdem
stellte sich die PowerSun® als signifikant bestes Leuchtmittel in Bezug auf das KGW
heraus, da hier der Estimate-Wert bei 45,2821 lag und damit etwa 4% höher war als
die des nächstbesten Leuchtmittels, der Osram UltraVitalux®, deren Estimate-Wert
43,5333 war.
In Bezug auf die KRL war nach sechs Monaten die PowerSun® gegen die
BrightSun® UV Desert auffällig, da hier der Adj P-Wert bei 0,0560 lag. Nach 12
Monaten war dieser Wert nur noch bei 0,0741, wies also keine Auffälligkeiten mehr
auf.
Bei dem direkten Vergleich der UVB-Messgeräte kam zu keinem Unterschied in den
Ergebnissen.
Die Geräte wurden laut Zertifikat von einem unabhängigen Labor kalibriert und sollen
eine Genauigkeit von +/- 10% aufweisen. Die Leibnitz-Universität Hannover, Bereich
UV-Dosimetrie, hatte sich dazu bereit erklärt, die in diesem Versuch verwendeten
57
Geräte auf ihre Genauigkeit zu testen. Diese wurde mittels einer kalibrierten
Strahlungsquelle ermittelt, vor welche Weißglas- (WG) und Gelbglas-Filter (GG)
gesetzt wurden. Die durch diese Filter noch gelangende UVB-Strahlung sowie das
Vollspektrum ohne vorgesetzte Filter wurde dann sowohl mit den in dieser Arbeit
verwendeten UVB-Radiometern, als auch mit einem sehr genauen Referenzgerät
gemessen und diese Werte dann miteinander verglichen. Diese Messungen haben
ergeben, dass die Fehlerabweichung der UVB-Radiometer der Firma ZooMed etwa
±15% beträgt (persönliche Mitteilung von Marcus Klingebiel, 28.12.2010). Die
Ergebnisse der Messung zur Genauigkeit der verwendeten UVB-Radiometer sind in
Abbildung 9 dargestellt.
Abbildung 9: Messergebnisse der Leibnitz Universität Hannover, Bereich UVDosimetrie, zur Überprüfung der Messgenauigkeit der verwendeten UVBRadiometer nach Marcus Klingebiel, 2010
58
Abschließend kann gefolgert werden, dass die getesteten Leuchtmittel für den vom
jeweiligen Hersteller vorgesehenen Zeitraum (Ausnahme: Osram UltraVitalux® keine
Angaben; PowerSun®, BrightSun® UV Desert und ReptiSun® Compact sechs
Monate; ReptiSun® Röhre 12 Monate) zur Rachitisprävention eingesetzt werden
können, da keines der Tiere Anzeichen dieser Erkrankung zeigte.
Dennoch ergibt sich eine Rangfolge, in der sich die Leuchtmittel aufgrund ihrer
Eigenschaften einstufen lassen:
1. Osram UltraVitalux® 300 Watt, aufgrund der hohen UVB-Werte und der
Langlebigkeit, da die Lampe nur eine halbe Stunde am Tag in Betrieb ist. Die
hohe Wattzahl ist daher auch nicht negativ zu werten. Die Bedingungen, unter
denen dieses Leuchtmittel betrieben werden muss (ein Meter Abstand zum
Tier ohne Glas, Gaze oder ähnliches dazwischen für täglich 30 Minuten),
haben sowohl einen Vorteil als auch Nachteile: Von Vorteil ist, dass man sein
Tier regelmäßig sieht und eventuelle Krankheiten frühzeitig auffallen können,
da es in der Regel für die Bestrahlung aus dem Terrarium geholt werden
muss, denn die Höhe dieser lässt einen Einbau der Lampe meist nicht zu. Der
Nachteil an dieser Vorgehensweise ist allerdings, dass sie für viele Halter zu
aufwendig ist und daher eventuell nicht konsequent täglich durchgeführt wird.
Außerdem ist eine solche Handhabung bei kleinen, sehr schnellen Tieren
(zum Beispiel Anolis oder Hausgeckos) meist nicht möglich, unter anderem,
da sie aus oben offenen Behältnissen mit Leichtigkeit entkommen können.
2. ReptiSun® 10.0 UVB 18 Watt Röhre, aufgrund des hohen Ausstoßes von
UVB auf einer relativ großen Fläche bei geringem Stromverbrauch. Dieses
Leuchtmittel ist in jedem gängigen Terrarium einsetzbar. Die geringe
Wärmeentwicklung
verhindert
einerseits
ein
Überhitzen
der
Tiere,
andererseits muss eine separate Wärmelampe eingesetzt werden, damit die
Tiere sich aufwärmen können.
3. ReptiSun® 10.0 Compact Lampe 26 Watt, da dieses Leuchtmittel einen relativ
konstanten UVB-Ausstoß aufweist. Außerdem ist es in jedem handelsüblichen
Terrarium einsetzbar. Die geringe Wärmeentwicklung verhindert, wie bei der
59
Röhre, einerseits ein Überhitzen der Tiere, andererseits muss eine separate
Wärmelampe eingesetzt werden, damit die Tiere sich aufwärmen können.
4. PowerSun® 160 Watt, aufgrund des sehr großen Radius, in dem der
maximale UV B-Wert erreicht wird (Radius von 300mm). Allerdings sind die
verhältnismäßig geringen Messergebnisse, der Ausfall von zwei Lampen
innerhalb der ersten drei Monate und die enorme Wärmeentwicklung deutliche
Nachteile dieses Leuchtmittels. Für
große Terrarien ist es aber gut
einsetzbar, hier ist die starke Wärmeabstrahlung eher von Vorteil, da die Tiere
zum Aufheizen ins Licht gehen und sich so direkt der UV-Strahlung
aussetzen.
5. BrightSun® UV Desert wurde von den fünf getesteten Leuchtmitteln als
schlechtestes eingestuft aufgrund der rasch abnehmenden UVB-Leistung, des
sehr kleinen Radius, in welchem der maximale UVB-Wert gemessen werden
konnte (15mm), der sehr starken Wärmeentwicklung (für kleinere Terrarien
eher ungeeignet) und des sehr zeitigen Verlustes einer Lampe. Dennoch
bleibt zu berücksichtigen, dass dieses Leuchtmittel laut Hersteller für 6
Monate einsetzbar sein soll, was hier bestätigt werden kann. Auch die
Wärmeentwicklung ist, wie bereits bei der PowerSun erwähnt, in Bezug auf
größere Terrarien ein Vorteil dieser Lampe.
60
5. Diskussion
In dieser Arbeit ging es um die Fragestellung, ob mittels verschiedener UVBLeuchtmittel die Entstehung von Rachitis bei Pogona vitticeps verhindert werden
kann.
Hierzu
wurden
verschiedene
Untersuchungsparameter
herangezogen,
unter
anderem das Röntgen. Dieses scheint aber in diesem Fall nicht sensibel genug zu
sein, da keine deutlichen Unterschiede zwischen den Tieren der einzelnen
Leuchtmittelgruppen festgestellt werden konnten. Die genannten Parameter, welche
hier zur Erkennung einer Rachitis herangezogen wurden, sind allerdings auch erst im
fortgeschrittenen
Stadium
dieser
Erkrankung
sichtbar.
Daher
sollten
die
Untersuchungsmethoden der Tiere durch eine Blutkontrolle, wie von Göbel (2005),
Driggers (2003) und Gyimesi (2003) beschrieben, erweitert werden. Allerdings hätte
kein Nullwert beim Start dieses Versuches und auch noch einige Zeit danach
ermittelt werden können, da die Tiere aufgrund ihres Alters zu klein gewesen sind,
weshalb auf eine solche Untersuchung verzichtet wurde. Die Tiere wurden bewusst
so jung wie möglich ausgewählt, da Rachitis eine Jungtiererkrankung ist und sich
besonders in den ersten Lebensmonaten manifestiert (Göbel, 2005). Daher sollte
dieser Versuch mit älteren, größeren Tieren in Bezug auf Osteomalazie erneut
durchgeführt werden, bei denen eine wiederholte Blutuntersuchung möglich ist.
Dennoch konnte festgestellt werden, dass die in der Einleitung genannten Probleme,
die sich in privater Haltung ergeben, nicht durch die Lampen verursacht zu werden,
sondern offensichtlich durch deren falsche Anwendung oder Laufzeit oder sonstige
Mängel in der Haltung, wie zum Beispiel keine ausreichende Versorgung mit
Calcium, da bei diesen Tieren auch röntgenologisch deutliche rachitische
Veränderungen feststellbar waren.
Ebenso sind die Ergebnisse der UVB-Messung durch die Anwendung genauerer
Methoden, wie der „vitamin D conversion ampules“ nach Gyimesi (2003),
61
verbesserungswürdig. Für diesen Versuch wurden jedoch die verwendeten Geräte
ausgewählt, da diese zu Beginn der Studie die gängige Art der Kontrolle des UVBAusstosses darstellten und für die Tierhalter zu einem erschwinglichen Preis
erhältlich waren. Außerdem konnte auch mit diesen Geräten festgestellt werden, ob
kein UVB mehr von dem Leuchtmittel ausgestossen wird, denn ein Wert gegen Null
ist unumstößlich und enthält auch offensichtlich keine andere Strahlung mehr.
Desweiteren konnte bei den ermittelten Werten klinisch keine Rachitis nachgewiesen
werden, was darauf hindeutet, dass die geringen Messwerte nicht durch andere
Strahlung als UVB verursacht wurden. Es ist auch zu beachten, dass mit den
verwendeten Geräten der Bereich, in dem der maximale UVB-Wert liegt, sehr leicht
aufgefunden werden konnte. Dies stellt sich bei der Verwendung der „vitamin D
conversion ampules“ nach Gyimesi (2003) deutlich schwieriger dar, es sei denn, die
gesamte Grundfläche jedes Terrariums würde mit diesen ausgestattet. Das
wiederum würde aber bedeuten, dass die Tiere für die Zeit der Messung die
Terrarien verlassen müssten und somit keine UVB-Strahlung bekämen. Der
Kostenfaktor ist hier ebenfalls zu berücksichtigen, da die Ergebnisse bei Verwendung
der „vitamin D conversion ampules“ nach Gyimesi (2003) nicht direkt abgelesen
werden können, sondern durch ein Labor ermittelt werden müssen.
Die erwähnte Fläche, in der der maximale UVB-Wert gemessen werden konnte,
sollte bei der Bewertung der Leuchtmittel in jedem Fall berücksichtigt werden. Hier
gab es große Unterschiede zwischen den Leuchtmitteln: Bei der Osram UltraVitalux®
betrug der Radius des maximalen Wertes 40mm, bei der PowerSun® 300mm, bei
der BrightSun® UV Desert 15mm und bei der ReptiSun®-Compact 90mm. Die
ReptiSun®-Röhre hatte aufgrund ihrer Form einen elliptisch geformten Bereich des
Maximalwertes, welcher 300mm lang und 130mm breit war. Diese Flächen sind
deshalb von Bedeutung, da der UVB-Wert dem Inversen-Quadratischen-AbstandsGesetz folgend zu den Seiten hin sehr rasch abnimmt. Je größer also der Bereich
des Maximalwertes ist, desto weiter kann sich ein Tier von der Lichtquelle entfernen
und bekommt dennoch UVB-Strahlung. Besonders bei den Leuchtmitteln, die in die
Terrarien eingebaut werden und eine längere Laufzeit voraussetzen, muss also diese
Eigenschaft berücksichtigt werden, da die Tiere sich hier frei bewegen können.
62
Bezüglich des UVB-Ausstosses der Leuchtmittel ist auch der besonders anfangs
sehr hohe SD-Wert (siehe Anhang, Tabelle 14 und 15) bei der BrightSun® UV
Desert zu diskutieren. Dieser rührt daher, dass, wie bereits oben erwähnt, eines
dieser Leuchtmittel einen deutlich höheren UVB-Wert aufwies als die restlichen
derselben Marke. Es gab bereits bei der Lieferung laut dem Hersteller die
Schwierigkeit, dass minderwertiges Glas verwendet wurde und sich aufgrund einer
Reklamation von Seiten des Herstellers der Lieferzeitpunkt stark heraus zögerte. Als
die Leuchtmittel dann eintrafen, konnte bei dem einen Leuchtmittel mit dem hohen
UVB-Ausstoss optisch eine andere, blauere Lichtfarbe festgestellt werden im
Vergleich zu den anderen, was darauf schließen lässt, dass hier tatsächlich ein
anderes Glas verwendet wurde als bei den restlichen Lampen dieser Art. Dieses
hatte offensichtlich während der ersten sechs Monate auch einen positiven Effekt, da
während dieses Zeitraums der gemessene UVB-Wert dieser einen Lampe immer
höher lag, sich aber im Zeitverlauf stetig den anderen BrightSun® UV DesertLeuchtmitteln anglich. Nach sechs Monaten war dieser Effekt nicht mehr sichtbar,
doch sollen diese Art Lampen auch laut Hersteller nicht länger eingesetzt werden.
Die UVB-Werte der ReptiSun®-Compact Lampe wurden ohne den Einsatz eines
Reflektors ermittelt. Im Vergleich der ReptiSun®-Röhren mit und ohne Reflektor sind
deutliche Unterschiede (bis zu etwa 50% Leistungsverlust ohne Reflektor) zu
erkennen. Daher ist davon auszugehen, dass auch die Leistung der CompactLampen durch Einsatz eines entsprechenden Reflektors deutlich verbessert werden
kann.
Die Ergebnisse der statistischen Auswertung müssen an dieser Stelle überdacht
werden. Der Faktor Zeit ist unumstößlich am ausschlaggebendsten für die Zunahme
der KRL und des KGW. Die PowerSun® weist zwar einige Signifikanzen auf, jedoch
ist hier kein Zusammenhang zu ihrem UVB-Ausstoss feststellbar, da dieser nicht
herausragend hoch gewesen ist. Daher liegt die Vermutung nahe, dass hier
entweder andere UV-Bereiche, wie beispielsweise UVA, eine Rolle spielen, oder es
sich um eine natürliche Variabilität handelt, welche in dieser Gruppe besonders
63
auffällig wurde, da hier bereits nach kurzer Zeit aufgrund des Verlustes mehrerer
Lampen die ersten Tiere aus dem Versuch genommen werden mussten. Darauf
weist auch die sehr große Standardabweichung zu Versuchende hin, welche bei der
Gruppe der unter der PowerSun® gehaltenen Tiere in Bezug auf ihr KGW bei 30,4g
lag, während sie bei den restlichen Gruppen zwischen 8,3g und 16,5g lag. Bezüglich
der KRL konnte eine solche Auffälligkeit allerdings nicht beobachtet werden. In
jedem Fall sollten bei einer Wiederholung dieses Versuchs die anderen UV-Bereiche
mittels geeigneter Geräte mitbestimmt werden, um der Klärung dieser Frage näher
zu kommen.
Aus statistischer Sicht stellten sich nach sechs Monaten die weiblichen Tiere der
Herkunft 1 als signifikant größer und schwerer heraus als die der Herkunft 2 und
ebenso die Männchen im Vergleich zu den Weibchen. Da in diesem Versuch aber
insgesamt nur 8 männliche Tiere mit 17 weiblichen verglichen werden konnten, kann
dies
ebenfalls
herausgefunden
an
der
werden,
biologischen
ob
Variabilität
das
schnellere
liegen.
Es
Wachstum
sollte
einmal
tatsächlich
geschlechtsgebunden ist. Da sich nur die Weibchen der Herkunft 1 als größer und
schwerer gegenüber denen der Herkunft 2 herausstellten, bei den Männchen ein
solcher Zusammenhang aber nicht aufgetreten war, ist es unwahrscheinlich, dass
hier die Herkunft eine tatsächliche Rolle spielte. Wahrscheinlicher ist es, dass hier
auch die biologische Schwankungsbreite eine Rolle spielte und diese aufgrund der
Tatsache, dass fast doppelt so viele Tiere der Herkunft 1 weiblich waren wie aus
Herkunft 2 (11 Tiere : 6 Tiere), diese Unterschiede hier deutlich wurden. Dieselben
Annahmen gelten auch für die Ergebnisse nach 12 Monaten.
Das Wiegen der Tiere mit der Waage der Firma OHAUS, Typ Explorer, in der
Einstellung Animal hat sich als gute Methode herausgestellt, da hierbei binnen
weniger Sekunden mehrere Messungen gemacht werden, deren Mittelwert dann als
Ergebnis ausgegeben wird. Daher stellt es kein Problem dar, wenn sich die Tiere
während des Wiegens einmal bewegen.
64
Die Ermittlung der Kopf-Rumpf-Länge mittels Zollstock oder einer ähnlichen
Messeinrichtung, wie sie von Hibma (2004) beschrieben wurde, ist die einzige in der
Literatur zu findende Möglichkeit zur Erhebung dieses Wertes. Der Nachteil ist
hierbei, dass der Untersucher die Tiere immer gleich platzieren muss und diese auch
immer gleich gestreckt liegen müssen, um aussagekräftige Werte zu erhalten. Daher
dauert diese Methode recht lange und muss mehrmals wiederholt werden. Allerdings
wäre es auch keine Lösung, die Tiere waagerecht zu halten und zu versuchen, die
KRL mittels Schieblehre zu ermitteln, da sie dann zappeln und sich winden. Es ist in
dieser Position auch recht schwierig, den Kopf der Reptilien gerade zu halten und zu
verhindern, dass er in irgendeine Richtung geneigt wird, was das Ergebnis wiederum
verfälschen würde. Ein Maßband auf der dorsalen Seite der Tiere anzulegen hat
wiederum auch mehrere Nachteile, nämlich, dass zum Einen die Kloake als
Endpunkt nicht direkt aufgelegt werden kann und zum Anderen auch kein Tier einen
absolut geraden Rücken hat, was wiederum dazu führt, dass ein flexibles Maßband
in Wellen läge oder ein starrer Maßstab schweben würde. Von ventral betrachtet sind
Pogona vitticeps wiederum sehr flach und eben. Daher ist die angewandte Methode
zur Feststellung der KRL die zurzeit einzig sinnvolle Wahl.
Die Haltungsbedingungen in diesem Versuch könnten auf die Bedingungen der
privaten Haltung der Tiere angepasst werden, z. B.
indem den Tieren
Klettermöglichkeiten und Gruppenhaltung angeboten werden (wie oben erwähnt sind
sie aber laut Grießhammer et al. (2004) Einzelgänger). Allerdings sollte hier
herausgefunden werden, ob die Leuchtmittel im von Hersteller angegebenen
Abstand zur Rachitisprävention tauglich sind. Durch Klettermöglichkeiten würde
dieser Abstand deutlich variiert. Die Gruppenhaltung konnte in dieser Studie auch
nicht umgesetzt werden, da zu Beginn dieser die Tiere noch zu klein für eine
Geschlechtsbestimmung waren und außerdem die Gefahr des sozialen Stresses
auch zwischen nicht gleichgeschlechtlichen Tieren sehr hoch ist.
Die Größe der Terrarien hat sich zum Ende des Versuches als zu klein heraus
gestellt. Das größte Tier wies mit 165mm eine KRL auf, für die nach dem „Gutachten
65
des BML über die Mindestanforderungen an die Haltung von Reptilien“ vom 10.
Januar 1997 eine Grundfläche von 83cm x 66cm (fünffache KRL und vierfache KRL)
angemessen gewesen wäre. Diese Angaben gelten allerdings für die paarweise
Haltung, in Bezug auf die Einzelhaltung dieser Tiere gibt es keine Angaben über die
Mindestgröße von Terrarien gibt.
Der verwendete Bodengrund hatte in dieser Studie nur eine Höhe von 1cm, da sich
die Tiere nicht eingraben sollten, weil sie in diesem Fall keine UVB-Strahlung mehr
abbekommen hätten. Außerdem kann es passieren, dass sie dann trotz
gleichbleibend hoher Temperaturen einen Winterschlaf beginnen würden, was für die
Erhebung durchgängiger, vergleichbarer Daten ungünstig gewesen wäre.
Die Geschlechtsbestimmung fand nach der älteren Methode rein adspektorisch statt
und nicht sonographisch, da nicht alle Tiere am Ende der Studie bereits 100 Gramm
wogen und die Referenzwerte aus der Arbeit von Wachsmann (2010) somit nicht
anwendbar waren.
66
6. Zusammenfassung
Ilona Duda
Tauglichkeit verschiedener UV-Leuchtmittel zur Rachitisprävention bei tagaktiven,
UVB-bedürftigen Reptilien am Beispiel von Pogona vitticeps
Das Ziel dieser Arbeit war, Aussagen über die Tauglichkeit verschiedener UVBLeuchtmittel zur Rachitisprävention bei tagaktiven, UVB-bedürftigen Tieren treffen zu
können. Hierzu wurden 25 Tiere der Art
Pogona vitticeps (Bartagamen)
herangezogen, die in fünf Gruppen eingeteilt wurden. Jede Gruppe erhielt ein
anderes UVB-Leuchtmittel. Bei den getesteten Leuchtmitteln handelte es sich um die
UltraVitalux® von Osram mit 300 Watt, die PowerSun® von ZooMed mit 160 Watt,
die BrightSun® UV Desert von Lucky Reptile mit 70 Watt sowie die Compact Lampe
mit 26 Watt ohne Reflektor und die Röhre mit 610mm Länge und 18 Watt mit
Reflektor
der
Marke
ReptiSun®
von
ZooMed.
Alle
Tiere
wurden
unter
standardisierten Bedingungen in Einzelhaltung und ohne Sichtkontakt zueinander
gehalten.
Die Untersuchungsmethoden beschränkten sich auf eine tägliche Adspektion der
Tiere, die wöchentliche Kontrolle ihres Körpergewichtes und ihrer Kopf-RumpfLänge, sowie die ebenfalls wöchentliche Messung des UVB-Ausstosses der
Leuchtmittel mithilfe der Solarmeter® Model 6.2 UVB der Firma ZooMed. Außerdem
wurde vierteljährlich eine Röntgenuntersuchung der Tiere vorgenommen.
Als Ergebnis dieser Untersuchungen zeigte sich, dass alle der hier verwendeten
Leuchtmittel zur Rachitisprävention geeignet sind. Allerdings ergaben sich Vor- und
Nachteile, die dafür verantwortlich sind, dass sich nicht jedes Leuchtmittel für jede
Haltungsanforderung als geeignet erweist.
67
7. Summary
Ilona Duda
Suitability of different UVB-lamps for the prevention of rickets for daylight active,
UVB-dependent animals using the example of Pogona vitticeps
The aim of this thesis was to be able to judge the suitability of different UVB-lamps
for the prevention of rickets for daylight active, UVB-dependent animals. For this
purpose 25 animals of the species Pogona vitticeps were used and divided into 5
groups. Each group was assigned to a different UVB-lamp. The lamps tested were
UltraVitalux® by Osram with 300 Watt, PowerSun® by ZooMed with 160 Watt,
BrightSun® UV Desert by Lucky Reptile with 70 Watt as well as Compact Lamp with
26 Watt without reflector und light tubes with a length of 610mm and 18 Watt with
reflector brand ReptiSun® by ZooMed. All animals were kept under standardized
conditions single housed without any visual contact to each other.
The investigation methods were restricted to a daily inspection of the animals, a
weekly control of body weight and head trunk length, as well as a weekly
measurement to the UVB-production of each lamp by a Solarmeter® Model 6.2 UVB
of the company ZooMed. Moreover every three month an X-ray examination of the
animals was performed.
The result of these investigations was, that all lamps used were suitable for the
prevention of rickets, as long as they are used according to the recommendation of
the manufacturing company. But certain advantages and disadvantages need to be
considered, which are responsible for that not every lamp is suitable for every kind of
housing.
68
Literaturverzeichnis
ADKINS, E., T. DRIGGERS, G. FERGUSON, W. GEHRMANN, Z. GYIMESI, E. May,
M. OGLE u. T. Owens (2003)
Ultraviolet Light and Reptiles, Amphibians
Journal of Herpetological Medicine and Surgery 13, No. 4, 28 – 37
BERNARD, J. B. u. D. E. ULLREY (1999)
Vitamin D: Metabolism, Sources, Unique Problems in Zoo Animals, Meeting Needs
In: FOWLER, M. E. , R. E. MILLER (Hrsg.): Zoo & Wild Animal Medicine, Current
Therapy 4
Verlag Saunders, St. Louis, Missouri, USA
S. 63-78
BURGER, R. M., W. H. GEHRMANN u. G. W. FERGUSON (2007)
Evaluation of UVB Reduction by Materials Commonly Used in Reptile Husbandry
Zoo Biology 26, 417-423
CARMAN, E. N., G. W. FERGUSON, W. H. GEHRMANN, T. C. CHEN u. M. F.
HOLLICK (2000)
Photobiosynthetic Opportunity and Ability for UVB Generated Vitamin D Synthesis in
Free-Living House Geckos (Hemidactylus turcicus) and Texas Spiny Lizards
(Sceloporus olivaceous)
Copeia, 2000, 1, 245 - 250
DICKINSON, H. C. u. J. E. FA (1997)
Ultraviolet Light and Heat Source Selection in Captive Spiny-Tailed Iguanas (Oplurus
cuvieri)
Zoo Biology 16, 391-401
DIEGEL, I. (2011)
Schätzung der UVB-Leistung von Terrarienlampen mit den Solarmetern 6.5 und 6.2
und aktuelle Lampenempfehlungen – Update 2011
In: Tagungsband der 35. Arbeitstagung der AG ARK
DGHT, Bonn
S. 7-16
69
ERBEN, R. G., 2005
Knochen und Calciumhomöostase
In: BREVES, G. u. W. VON ENGELHARDT (Hrsg.): Physiologie der Haustiere
Enke Verlag, Stuttgart
S. 580-587
FERGUSON, G. W., A. M. BRINKER, W. H. GEHRMANN, S. E. BUCKLIN, F. M.
BAINES, S. J. MACKIN (2010)
Voluntary Exposure of Some Western-Hemisphere Snake and Lizard Species to
Ultraviolet-B Radiation in the Field: How Much Ultraviolet-B Schould a Lizard or
Snake Receive in Captivity?
Zoo Biology 29, 317 – 334
FERGUSON, G. W., W. H. GEHRMANN, J. LINDGREN u. J. E. PINDER (2008)
Measuring Effective Vitamin D3-Production Ultraviolet B Radiation Using Solartech´s
Solarmeter® 6.4 Handheld, UVB Radiometer
Bull. Chicago Herp. Soc. 43(4), 57-62
GRIESSHAMMER, K., G. KÖHLER u. N. SCHUSTER (2004)
Bartagamen – Biologie, Pflege, Zucht, Erkrankungen
Verlag Herpeton, Offenbach
GIRLING, S. J., u. P. RAITI (2004)
Captive maintenance and welfare
In: BSAVA Manual of Reptiles. Second edition
Verlag Wiley, Hoboden, New Yersey, USA
S. 6 – 17
GÖBEL, T. (2005)
Haltung und Versorgung des Reptilienpatienten, ernährungsbedingte Erkrankungen
In: GÖBEL, T. u. A. EWRINGMANN (Hrsg.): Heimtierkrankeiten
Verlag Eugen Ulmer, Stuttgart
S. 417-428
HIBMA, J. C. (2004)
Dietary Vitamin D3 and UV-B Exposure Effects on Green Iguana Growth Rate: Is
Full-spectrum Lighting Necessary?
Bull. Chicago Herp. Soc. 39(8), 145-150
70
KEMPF, H. (2010)
Kalziumstoffwechsel nachtaktiver Tiere
In: Tagungsband der 9. Jahrestagung der Deutschen Gesellschaft für Zootier-,
Wildtier- und Exotenmedizin (Fachgruppe der DVG), S. 107-115
Zoo Frankfurt, Bernhard-Grzimek-Allee 1, 60316 Frankfurt
ISBN 978-3-86345-002-1
KÖHLER, G. (1996)
Knochenstoffwechselstörungen
In: Krankheiten der Reptilien und Amphibien
Verlag Eugen Ulmer, Stuttgart
S. 116-118
MCWILLIAMS, D. A. (2007)
Nutrition research on calcium homeostasis. I. Lizards (with recommendation)
Int. Zoo Yb. 39, 69-77
REINACHER, M. (2007)
Stütz- und Bewegungsapparat
In: DAHME, E., E. WEISS (Hrsg.): Grundriss der speziellen pathologischen Anatomie
der Haustiere
Enke Verlag, Stuttgart
S. 235-266
SCHARRER, E. u. S. WOLFFRAM (2005)
Funktion des Dünndarmes und seiner Anhangsdrüsen
In: BREVES, G. u. W. VON ENGELHARDT (Hrsg.): Physiologie der Haustiere
Enke Verlag, Stuttgart
S. 380-405
SCHWEIGERT, F. J.
Vitamine
In: BREVES, G. u. W. VON ENGELHARDT (Hrsg.): Physiologie der Haustiere
Enke Verlag, Stuttgart
S. 614-624
71
SCOTT, P. W. (1997)
Ernährungsbedingte Erkrankungen
In: BEYNON, P. H., J. E. COOPER u. M. P. C. LAWTON (Hrsg.): Kompendium der
Reptilienkrankheiten
Verlag Schlütersche, Hannover
S. 147-162
WACHSMANN, S. (2010)
Ultraschalluntersuchungen bei Bartagamen (Pogona vitticeps) unter
Berücksichtigung klinischer, röntgenologischer und labordiagnostischer Parameter
Hannover, Tierärztliche Hochschule, Diss.
ZWART, P. (1987)
Rachitis und Osteodystrophia fibrosa
In: GABRISCH, K., P. ZWART (Hrsg.): Krankheiten der Heimtiere
Verlag Schlütersche, Hannover
S. 331-332
72
Anhang
Anhang 1: Tabellen
Tabelle 14: Durchschnittswerte aus gemessenen UV-B-Werten der Leuchtmittel
in µW/cm²; SD=Standardabweichung
Osram n=6; PowerSun 03.06.-10.08.09 n=6, 17.08.-24.08.09 n=5, 31.08.0917.01.10 n=4, 24.01.-06.06.10 n=3; UV Desert 03.06.-22.06.09 n=6, 29.06.0906.06.10 n=5; Compact n=6; Röhre n=5
Datu
m
03.06.
2009
08.06.
2009
15.06.
2009
22.06.
2009
29.06.
2009
06.07.
2009
13.07.
2009
20.07.
2009
27.07.
2009
03.08.
2009
10.08.
2009
17.08.
2009
Lampe
Lampen
Lampen
n Nr.
SD
SD
Lampen
SD
SD
Nr. 11Nr. 1-5,
6-10, Pow
UV
Nr. 16-20, Co
Osra
15, 26
30
28
erSu
Dese
27
mpa
m
(UV
(Osram)
(Power
n
rt
(Compact) ct
Desert)
Sun)
Lamp
en Nr. SD
21-25 Rö
(Röhr hre
e)
151
29
22
5
29
23
9
1
30
3
140
27
19
5
27
23
8
1
29
3
131
25
18
4
23
18
7
2
29
4
123
22
16
4
22
17
11
2
27
3
119
22
15
4
20
16
10
2
25
2
119
22
13
4
20
17
10
2
25
3
116
21
11
4
19
14
10
2
25
3
114
20
10
3
18
13
10
2
25
3
112
20
10
3
17
13
9
2
25
3
111
19
8
2
17
12
9
2
25
3
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19
7
2
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11
9
2
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3
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19
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2
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10
9
2
25
3
73
Datu
m
24.08.
2009
31.08.
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2009
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27.09.
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04.10.
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11.10.
2009
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2009
01.11.
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29.11.
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13.12.
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20.12.
2009
27.12.
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03.01.
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10.01.
2010
17.01.
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24.01.
Lampe
Lampen
Lampen
n Nr.
SD
SD
Lampen
SD
SD
Nr. 11Nr. 1-5,
6-10, Pow
UV
Nr. 16-20, Co
Osra
15, 26
30
28
erSu
Dese
27
mpa
m
(UV
(Osram)
(Power
n
rt
(Compact) ct
Desert)
Sun)
Lamp
en Nr. SD
21-25 Rö
(Röhr hre
e)
109
19
6
2
14
9
9
2
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2
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19
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2
13
9
9
1
25
2
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2
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8
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1
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2
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7
9
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25
3
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18
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2
11
6
9
1
24
2
103
18
6
1
11
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1
24
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18
6
1
10
6
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2
24
2
101
17
5
1
10
5
9
2
24
2
100
17
5
1
9
5
9
2
24
2
100
17
5
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9
2
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2
99
16
5
1
8
4
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2
24
2
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16
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2
24
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2
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2
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3
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1
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2
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15
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3
8
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2
95
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4
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7
3
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2
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14
4
1
6
3
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1
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4
1
6
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8
1
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14
4
1
6
3
8
1
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2
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14
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1
5
2
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2
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14
3
1
5
2
8
1
22
2
92
13
3
1
5
2
8
1
22
2
74
Datu
m
2010
31.01.
2010
07.02.
2010
14.02.
2010
21.02.
2010
28.02.
2010
07.03.
2010
14.03.
2010
21.03.
2010
28.03.
2010
04.04.
2010
11.04.
2010
18.04.
2010
25.04.
2010
02.05.
2010
09.05.
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16.05.
2010
23.05.
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30.05.
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06.06.
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Lampe
Lampen
Lampen
n Nr.
SD
SD
Lampen
SD
SD
Nr. 11Nr. 1-5,
6-10, Pow
UV
Nr. 16-20, Co
Osra
15, 26
30
28
erSu
Dese
27
mpa
m
(UV
(Osram)
(Power
n
rt
(Compact) ct
Desert)
Sun)
Lamp
en Nr. SD
21-25 Rö
(Röhr hre
e)
92
13
3
1
5
2
8
2
22
2
92
14
3
1
5
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7
1
22
2
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14
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2
91
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22
2
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3
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4
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7
1
21
2
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1
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13
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1
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2
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4
1
7
1
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2
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1
4
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1
21
2
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1
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13
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7
1
21
2
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12
3
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4
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7
1
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12
3
1
4
1
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1
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2
86
12
3
1
4
1
7
1
20
2
85
13
3
1
4
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6
2
20
2
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13
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13
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2
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3
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4
1
6
2
20
2
85
13
2
1
3
1
6
1
20
2
75
Tabelle 15: Durchschnittswerte aus berechneten UV-B-Werten der Leuchtmittel in
µW/cm²; SD=Standardabweichung
Osram n=6; PowerSun 03.06.-10.08.09 n=6, 17.08.-24.08.09 n=5, 31.08.0917.01.10 n=4, 24.01.-06.06.10 n=3; UV Desert 03.06.-22.06.09 n=6, 29.06.0906.06.10 n=5; Compact n=6; Röhre n=5
Datu
m
03.06.
2009
08.06.
2009
15.06.
2009
22.06.
2009
29.06.
2009
06.07.
2009
13.07.
2009
20.07.
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27.07.
2009
03.08.
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10.08.
2009
17.08.
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24.08.
2009
31.08.
2009
07.09.
2009
14.09.
2009
21.09.
2009
27.09.
Lampe
Lampen
Lampen
n Nr.
SD
SD
SD
Nr. 11Nr. 1-5,
6-10, Pow
UV
Osra
15, 26
30
28
erSu
Des
m
(UV
(Osram)
(Power
n
ert
Desert)
Sun)
Lamp
Lampen
en
SD
SD
Nr. 16-20,
Nr.
Com
Rö
27
21-25
pact
hre
(Compact)
(Röhr
e)
122
24
17
4
18
15
6
1
19
2
113
22
15
4
17
15
5
1
19
2
106
20
14
3
14
11
5
1
18
2
99
18
12
3
14
11
7
1
18
2
96
17
11
3
13
11
6
1
16
2
96
18
10
3
13
11
6
1
16
2
94
17
9
3
12
9
6
1
16
2
92
16
8
2
11
8
6
1
16
2
91
16
7
2
11
8
6
1
16
2
90
15
6
2
11
8
6
1
16
2
89
15
5
2
10
7
6
1
16
2
89
15
6
1
9
6
6
1
16
2
88
15
5
2
9
6
6
1
16
2
87
15
5
2
9
5
6
1
16
2
87
15
5
2
8
5
6
1
16
2
85
15
5
1
7
4
6
1
16
2
85
15
4
1
7
4
6
1
16
1
83
14
4
1
7
4
6
1
16
2
76
Datu
m
2009
04.10.
2009
11.10.
2009
18.10.
2009
25.10.
2009
01.11.
2009
08.11.
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15.11.
2009
22.11.
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29.11.
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06.12.
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13.12.
2009
20.12.
2009
27.12.
2009
03.01.
2010
10.01.
2010
17.01.
2010
24.01.
2010
31.01.
2010
07.02.
2010
14.02.
2010
21.02.
2010
28.02.
2010
Lampe
Lampen
Lampen
n Nr.
SD
SD
SD
Nr. 11Nr. 1-5,
6-10, Pow
UV
Osra
15, 26
30
28
erSu
Des
m
(UV
(Osram)
(Power
n
ert
Desert)
Sun)
Lamp
Lampen
en
SD
SD
Nr. 16-20,
Nr.
Com
Rö
27
21-25
pact
hre
(Compact)
(Röhr
e)
83
15
4
1
7
4
6
1
16
2
82
14
4
1
6
3
6
1
16
2
81
14
4
1
6
3
6
1
16
2
81
14
4
1
6
3
6
1
16
2
80
13
4
1
5
3
6
1
16
2
80
13
3
0
5
3
6
1
15
1
80
13
3
1
5
2
6
1
15
1
79
13
3
1
5
2
5
1
15
1
78
12
3
1
5
2
5
1
15
1
78
12
3
1
5
2
5
1
15
1
77
12
3
0
4
2
5
1
15
1
77
12
3
0
4
2
5
1
15
1
77
11
3
0
4
2
5
1
14
1
76
11
3
0
4
2
5
1
14
1
76
11
3
0
3
1
5
1
14
1
75
11
2
0
3
1
5
1
14
1
75
11
3
0
3
1
5
1
14
1
75
11
3
0
3
1
5
1
14
1
75
11
3
0
3
1
5
1
14
1
74
11
3
0
3
1
5
1
14
1
73
11
3
0
3
1
4
1
14
1
72
11
3
0
3
1
4
1
14
1
77
Datu
m
07.03.
2010
14.03.
2010
21.03.
2010
28.03.
2010
04.04.
2010
11.04.
2010
18.04.
2010
25.04.
2010
02.05.
2010
09.05.
2010
16.05.
2010
23.05.
2010
30.05.
2010
06.06.
2010
Lampe
Lampen
Lampen
n Nr.
SD
SD
SD
Nr. 11Nr. 1-5,
6-10, Pow
UV
Osra
15, 26
30
28
erSu
Des
m
(UV
(Osram)
(Power
n
ert
Desert)
Sun)
Lamp
Lampen
en
SD
SD
Nr. 16-20,
Nr.
Com
Rö
27
21-25
pact
hre
(Compact)
(Röhr
e)
72
11
2
0
3
1
4
1
14
1
72
10
2
0
3
1
4
1
14
1
72
11
2
0
2
1
4
1
14
1
72
10
2
0
2
1
4
1
14
1
71
10
2
0
2
1
4
1
13
1
71
10
2
0
2
1
4
1
13
1
70
10
2
0
2
1
4
1
13
1
70
10
2
0
2
1
4
1
13
1
70
10
2
0
2
1
4
1
13
1
69
10
2
0
2
1
4
1
13
1
69
10
2
0
2
1
4
1
13
1
69
10
2
0
2
1
4
1
13
1
69
10
2
0
2
1
4
1
13
1
69
10
2
0
2
1
4
1
13
1
78
Tabelle 16: Durchschnittswerte
SD=Standardabweichung
des
KGW
der
Tiergruppen
in
g;
Osram n=5; PowerSun 04.06.-24.08.09 n=5, 31.08.09-17.01.10 n=4, 24.01.06.06.10 n=3; UV Desert n=5; Compact n=5; Röhre n=5
Datu
m
04.06.
2009
08.06.
2009
15.06.
2009
22.06.
2009
29.06.
2009
06.07.
2009
13.07.
2009
20.07.
2009
27.07.
2009
03.08.
2009
10.08.
2009
17.08.
2009
24.08.
2009
31.08.
2009
07.09.
2009
14.09.
2009
21.09.
2009
27.09.
2009
04.10.
2009
Tiere
SD
Tiere
Tiere
SD
Nr. 6Pow Nr. 11Nr. 1-5 Osra
10
erSu 15 (UV
(Osram)
m
(Power
n
Desert)
Sun)
SD
UV
Des
ert
Tiere
Tiere Nr.
SD
Nr.
SD
16-20
Com 21-25 Rö
(Compact) pact (Röhr hre
e)
3,3
0,3
3,4
0,2
3,3
0,3
3,2
0,3
3,2
0,1
3,3
0,4
3,5
0,3
3,2
0,2
3,3
0,3
3,3
0,2
4,0
0,5
4,1
0,2
3,6
0,3
3,9
0,4
3,9
0,3
4,3
0,5
4,5
0,3
4,1
0,2
4,2
0,4
4,4
0,3
4,9
0,7
5,2
0,4
4,9
0,4
4,9
0,5
5,2
0,3
5,2
0,5
5,6
0,4
5,2
0,4
5,3
0,5
5,6
0,3
6,2
0,8
6,4
0,6
5,9
0,5
6,0
0,6
6,0
0,5
6,3
0,7
6,6
0,8
6,1
0,5
6,3
0,5
6,4
0,4
7,5
0,9
7,9
0,9
7,0
0,5
7,4
0,3
7,6
0,6
8,6
0,9
8,6
1,1
7,9
0,6
8,5
0,4
8,6
0,5
9,2
1,2
9,6
1,0
8,4
0,7
9,2
0,3
9,4
0,4
10,1
1,2
10,7
1,3
9,6
0,5
10,2
0,5
10,1
0,3
11,2
0,9
12,0
1,5
10,2
0,6
10,9
0,3
10,9
0,6
12,1
1,2
12,5
1,3
11,2
0,5
12,2
0,6
12,2
0,3
13,5
1,4
14,1
1,2
12,6
0,7
13,1
0,9
13,0
0,5
15,1
2,0
16,4
1,2
13,8
0,8
14,9
0,4
15,5
0,9
16,9
2,1
18,8
1,6
15,7
0,7
16,8
0,7
17,3
0,6
18,3
1,6
20,6
1,3
17,0
0,8
18,5
0,5
18,5
0,7
21,0
2,2
22,9
1,6
19,0
1,1
20,3
0,8
20,4
1,5
79
Datu
m
11.10.
2009
18.10.
2009
25.10.
2009
01.11.
2009
08.11.
2009
15.11.
2009
22.11.
2009
29.11.
2009
06.12.
2009
13.12.
2009
20.12.
2009
27.12.
2009
03.01.
2010
10.01.
2010
17.01.
2010
24.01.
2010
31.01.
2010
07.02.
2010
14.02.
2010
21.02.
2010
28.02.
2010
07.03.
2010
14.03.
2010
Tiere
SD
Tiere
Tiere
SD
Nr. 6Pow Nr. 11Nr. 1-5 Osra
10
erSu 15 (UV
(Osram)
m
(Power
n
Desert)
Sun)
SD
UV
Des
ert
Tiere
Tiere Nr.
SD
Nr.
SD
16-20
Com 21-25 Rö
(Compact) pact (Röhr hre
e)
23,5
2,8
25,6
2,3
21,6
1,2
22,8
0,7
23,0
1,2
24,8
2,0
26,8
1,3
23,5
1,5
24,9
2,1
24,8
1,1
26,7
1,8
28,7
1,5
26,1
1,6
26,3
1,9
27,6
1,3
29,0
2,9
31,0
2,3
26,7
2,3
27,4
1,2
28,3
1,6
29,8
2,6
32,3
2,3
28,0
2,1
28,6
1,4
29,5
1,8
31,5
3,1
34,5
3,6
29,4
2,6
30,1
1,9
32,6
3,0
34,1
3,2
34,5
2,3
30,9
2,1
32,2
2,3
33,9
1,6
35,7
4,7
37,6
3,6
32,2
2,8
33,8
1,7
36,2
1,2
37,7
4,3
38,1
3,2
33,3
2,5
35,2
1,5
36,4
1,3
39,4
4,6
39,6
4,7
35,0
2,2
36,5
1,8
38,8
2,9
43,0
4,2
44,4
3,7
39,4
3,6
40,5
2,0
42,9
3,5
46,3
4,7
46,0
3,2
41,0
4,3
42,3
3,7
44,9
1,6
48,5
5,1
50,2
3,8
42,4
4,7
43,8
3,3
47,2
2,8
50,5
6,4
51,0
4,1
45,4
5,5
44,6
4,7
49,8
3,5
53,4
5,1
55,1
5,3
47,5
4,8
47,0
5,7
51,6
2,9
53,3
4,2
52,6
6,6
48,2
6,4
47,7
5,8
53,1
2,6
56,9
4,1
59,0
7,0
50,8
6,5
49,2
6,8
56,4
3,5
59,1
5,1
60,7
8,1
53,4
8,3
50,1
6,3
57,2
2,7
61,3
3,2
63,7
9,1
55,6
8,3
51,9
6,4
61,1
2,3
63,3
4,0
68,3
7,0
57,4
8,5
53,8
6,5
64,4
4,0
68,0
4,8
68,4
11,3
61,2
8,6
56,1
6,9
67,6
3,7
70,5
5,3
74,5
9,4
63,5
8,6
58,1
9,2
71,0
5,0
71,2
4,1
74,1
9,5
66,5
9,3
61,6
7,5
72,9
2,8
80
Datu
m
21.03.
2010
28.03.
2010
04.04.
2010
11.04.
2010
18.04.
2010
25.04.
2010
02.05.
2010
09.05.
2010
16.05.
2010
23.05.
2010
30.05.
2010
06.06.
2010
Tiere
SD
Tiere
Tiere
SD
Nr. 6Pow Nr. 11Nr. 1-5 Osra
10
erSu 15 (UV
(Osram)
m
(Power
n
Desert)
Sun)
SD
UV
Des
ert
Tiere
Tiere Nr.
SD
Nr.
SD
16-20
Com 21-25 Rö
(Compact) pact (Röhr hre
e)
76,2
3,9
77,2
12,9
68,5
10,7
63,1
7,7
78,4
5,3
81,7
6,4
81,0
14,0
72,8
11,1
65,8
9,4
80,4
6,3
83,3
6,8
81,8
11,7
73,3
10,0
67,0
11,2
79,2
4,7
87,0
9,4
86,1
17,3
77,9
11,8
69,4
11,8
85,6
7,0
87,7
7,6
91,9
17,8
79,0
13,2
72,8
14,1
87,8
5,4
94,0
10,5
94,3
20,7
82,7
11,7
75,3
11,3
91,6
7,2
92,7
10,1
93,9
16,8
82,8
10,3
76,7
13,1
93,9
8,5
96,9
8,0
98,7
17,4
87,0
11,5
82,0
15,0
99,0
6,7
98,3
10,9
104,1
25,1
89,1
11,8
84,0
15,8
101,4
6,9
102,1
11,1
106,2
25,7
93,6
10,4
86,7
15,4
100,8
6,2
106,9
11,5
111,3
28,8
95,5
11,4
89,5
16,9
106,6
9,5
105,3
8,3
116,6
30,4
97,2
12,0
91,9
16,5
111,1
9,7
81
Tabelle 17: Durchschnittswerte
SD=Standardabweichung
der
KRL
der
Tiergruppen
in
mm;
Osram n=5; PowerSun 04.06.-24.08.09 n=5, 31.08.09-17.01.10 n=4, 24.01.06.06.10 n=3; UV Desert n=5; Compact n=5; Röhre n=5
Datu
m
04.06.
2009
08.06.
2009
15.06.
2009
22.06.
2009
29.06.
2009
06.07.
2009
13.07.
2009
20.07.
2009
27.07.
2009
03.08.
2009
10.08.
2009
17.08.
2009
24.08.
2009
31.08.
2009
07.09.
2009
14.09.
2009
21.09.
2009
27.09.
2009
04.10.
2009
Tiere
SD
Tiere
Tiere
SD
Nr. 6Pow Nr. 11Nr. 1-5 Osra
10
erSu 15 (UV
(Osram)
m
(Power
n
Desert)
Sun)
SD
UV
Des
ert
Tiere
Tiere Nr.
SD
Nr.
SD
16-20
Com 21-25 Rö
(Compact) pact (Röhr hre
e)
44
2
44
1
44
1
44
2
44
1
45
2
45
0
44
1
44
2
44
1
47
2
48
1
46
1
46
3
47
1
50
3
49
1
49
1
48
2
50
1
52
2
51
2
50
1
50
2
52
2
54
3
54
1
52
2
52
2
54
2
56
3
56
1
54
1
54
2
56
1
57
3
57
2
55
1
55
2
58
2
59
3
60
3
57
1
58
2
59
2
61
3
62
3
60
1
60
2
62
2
63
3
64
3
61
0
62
2
63
2
65
3
66
3
63
1
65
2
66
2
67
3
69
3
65
1
67
2
68
2
70
3
70
3
68
2
69
2
70
2
72
3
73
2
70
1
71
2
72
3
74
2
76
2
72
2
74
2
75
3
78
3
81
2
75
2
77
2
79
3
81
3
83
2
79
2
79
2
81
2
83
3
86
2
81
2
82
2
83
3
82
Datu
m
11.10.
2009
18.10.
2009
25.10.
2009
01.11.
2009
08.11.
2009
15.11.
2009
22.11.
2009
29.11.
2009
06.12.
2009
13.12.
2009
20.12.
2009
27.12.
2009
03.01.
2010
10.01.
2010
17.01.
2010
24.01.
2010
31.01.
2010
07.02.
2010
14.02.
2010
21.02.
2010
28.02.
2010
07.03.
2010
14.03.
2010
Tiere
SD
Tiere
Tiere
SD
Nr. 6Pow Nr. 11Nr. 1-5 Osra
10
erSu 15 (UV
(Osram)
m
(Power
n
Desert)
Sun)
SD
UV
Des
ert
Tiere
Tiere Nr.
SD
Nr.
SD
16-20
Com 21-25 Rö
(Compact) pact (Röhr hre
e)
87
3
89
4
84
2
86
3
86
3
89
3
91
3
87
3
88
3
89
3
91
3
94
2
89
4
90
3
92
2
94
3
96
2
91
4
92
3
94
2
96
3
99
2
92
3
95
3
95
2
97
3
101
3
95
4
96
3
97
3
100
3
102
2
96
4
99
3
99
3
102
2
105
2
98
5
100
2
101
4
103
2
106
2
99
5
101
1
102
4
104
3
107
3
100
4
103
2
103
4
107
3
109
2
103
5
105
2
106
4
109
3
111
2
104
5
106
1
107
4
110
3
113
2
106
6
108
1
110
3
112
2
114
3
108
6
110
2
111
3
114
2
117
2
110
6
111
2
114
4
115
3
117
2
112
7
112
3
116
4
117
3
119
3
114
7
114
4
117
5
119
4
121
3
115
6
114
4
119
4
120
4
123
3
117
7
116
4
120
4
122
2
126
3
119
7
117
3
123
5
124
3
127
4
120
8
118
3
126
6
125
4
128
3
122
8
120
3
127
5
128
5
131
5
123
8
120
3
129
5
83
Datu
m
21.03.
2010
28.03.
2010
04.04.
2010
11.04.
2010
18.04.
2010
25.04.
2010
02.05.
2010
09.05.
2010
16.05.
2010
23.05.
2010
30.05.
2010
06.06.
2010
Tiere
SD
Tiere
Tiere
SD
Nr. 6Pow Nr. 11Nr. 1-5 Osra
10
erSu 15 (UV
(Osram)
m
(Power
n
Desert)
Sun)
SD
UV
Des
ert
Tiere
Tiere Nr.
SD
Nr.
SD
16-20
Com 21-25 Rö
(Compact) pact (Röhr hre
e)
129
4
132
5
124
8
121
2
131
6
132
4
134
5
126
9
123
3
134
6
134
3
136
5
128
9
125
3
134
6
136
3
137
6
130
10
127
3
136
7
138
4
139
6
132
10
129
5
138
7
140
4
142
6
135
9
131
5
141
7
142
5
143
6
137
10
133
5
143
8
144
5
146
7
138
10
135
7
145
8
144
5
147
7
139
11
137
8
147
8
145
5
149
9
141
10
139
7
149
9
146
5
150
9
143
11
140
8
151
9
149
5
154
10
145
10
142
8
153
9
84
Anhang 2: Statistik
Tabelle 18: Test auf Normalverteilung der Modellresiduen aller Werte; Variable:
rKGW
Tests for Normality
Test
Statistic
p Value
Shapiro-Wilk
W
0,880059
Pr < W
<0,0001
Kolmogorov-Smirnov
D
0,134523
Pr > D
<0,0100
Cramer-von Mises
W-Sq
6,273222
Pr > W-Sq
<0,0050
Anderson-Darling
A-Sq
36,94784
Pr > A-Sq
<0,0050
Tabelle 19: Test auf Normalverteilung der Modellresiduen aller Werte; Variable:
rKRL
Tests for Normality
Test
Statistic
p Value
Shapiro-Wilk
W
0,968499
Pr < W
<0,0001
Kolmogorov-Smirnov
D
0,065205
Pr > D
<0,0100
Cramer-von Mises
W-Sq
1,478755
Pr > W-Sq
<0,0050
Anderson-Darling
A-Sq
10,09052
Pr > A-Sq
<0,0050
85
Tabelle 20: Einfluss von Typ und Datum auf KGW nach 6 Monaten
Type 3 Tests of Fixed Effects
Effect
TYP
Datum
TYP*Datum
Num
DF
Den
DF
F Value
Pr > F
4
20
3,31
0,0309
27
525
2595,11
<0,0001
108
525
2,32
<0,0001
Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
Compact
15,7307
0,4617
20
34,07
<0,0001
TYP
Osram
16,2121
0,4617
20
35,11
<0,0001
TYP
PowerSun
17,3255
0,4641
20
37,33
<0,0001
TYP
Roehre
16,2193
0,4617
20
35,13
<0,0001
TYP
UV Deser
15,0164
0,4617
20
32,52
<0,0001
Effect
TYP
TYP
Differences of Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
Adjustment
Osram
-0,4814
0,6530
20
-0,74
0,4695
Tukey-Kramer
0,9451
Compact
PowerSun
-1,5948
0,6547
20
-2,44
0,0243
Tukey-Kramer
0,1464
TYP
Compact
Roehre
-0,4886
0,6530
20
-0,75
0,4630
Tukey-Kramer
0,9422
TYP
Compact
UV Deser
0,7143
0,6530
20
1,09
0,2870
Tukey-Kramer
0,8076
TYP
Osram
PowerSun
-1,1133
0,6547
20
-1,70
0,1045
Tukey-Kramer
0,4557
TYP
Osram
Roehre
-0,00714
0,6530
20
-0,01
0,9914
Tukey-Kramer
1,0000
TYP
Osram
UV Deser
1,1957
0,6530
20
1,83
0,0820
Tukey-Kramer
0,3843
Effect
TYP
_TYP
TYP
Compact
TYP
86
Adj P
Differences of Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
Adjustment
Roehre
1,1062
0,6547
20
1,69
0,1066
Tukey-Kramer
0,4620
PowerSun
UV Deser
2,3091
0,6547
20
3,53
0,0021
Tukey-Kramer
0,0161
Roehre
UV Deser
1,2029
0,6530
20
1,84
0,0803
Tukey-Kramer
0,3786
Effect
TYP
_TYP
TYP
PowerSun
TYP
TYP
Tabelle 21: Einfluss von Typ und Datum auf KGW nach 12 Monaten
Type 3 Tests of Fixed Effects
Effect
TYP
Datum
TYP*Datum
Num
DF
Den
DF
F Value
Pr > F
4
20
3,05
0,0408
53
999
932,17
<0,0001
212
999
2,00
<0,0001
Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
Compact
37,9241
1,7753
20
21,36
<0,0001
TYP
Osram
43,5333
1,7753
20
24,52
<0,0001
TYP
PowerSun
45,2821
1,7989
20
25,17
<0,0001
TYP
Roehre
43,4993
1,7753
20
24,50
<0,0001
TYP
UV Deser
39,3904
1,7753
20
22,19
<0,0001
Effect
TYP
TYP
87
Adj P
Differences of Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
Adjustment
Osram
-5,6093
2,5106
20
-2,23
0,0370
Tukey-Kramer
0,2078
Compact
PowerSun
-7,3580
2,5274
20
-2,91
0,0086
Tukey-Kramer
0,0589
TYP
Compact
Roehre
-5,5752
2,5106
20
-2,22
0,0381
Tukey-Kramer
0,2126
TYP
Compact
UV Deser
-1,4663
2,5106
20
-0,58
0,5657
Tukey-Kramer
0,9759
TYP
Osram
PowerSun
-1,7488
2,5274
20
-0,69
0,4969
Tukey-Kramer
0,9559
TYP
Osram
Roehre
0,03407
2,5106
20
0,01
0,9893
Tukey-Kramer
1,0000
TYP
Osram
UV Deser
4,1430
2,5106
20
1,65
0,1145
Tukey-Kramer
0,4848
TYP
PowerSun
Roehre
1,7829
2,5274
20
0,71
0,4887
Tukey-Kramer
0,9529
TYP
PowerSun
UV Deser
5,8917
2,5274
20
2,33
0,0303
Tukey-Kramer
0,1762
TYP
Roehre
UV Deser
4,1089
2,5106
20
1,64
0,1174
Tukey-Kramer
0,4927
Effect
TYP
_TYP
TYP
Compact
TYP
Tabelle 22: Einfluss von Typ und Datum auf KRL nach 6 Monaten
Type 3 Tests of Fixed Effects
Effect
TYP
Datum
TYP*Datum
Num
DF
Den
DF
F Value
Pr > F
4
20
2,47
0,0776
27
525
4347,81
<0,0001
108
525
1,85
<0,0001
Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
Compact
71,5500
0,9174
20
78,00
<0,0001
Osram
72,7929
0,9174
20
79,35
<0,0001
Effect
TYP
TYP
TYP
88
Adj P
Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
PowerSun
74,4007
0,9195
20
80,91
<0,0001
TYP
Roehre
72,8143
0,9174
20
79,37
<0,0001
TYP
UV Deser
70,5857
0,9174
20
76,94
<0,0001
Effect
TYP
TYP
Differences of Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
Adjustment
Osram
-1,2429
1,2973
20
-0,96
0,3495
Tukey-Kramer
0,8704
Compact
PowerSun
-2,8507
1,2989
20
-2,19
0,0402
Tukey-Kramer
0,2219
TYP
Compact
Roehre
-1,2643
1,2973
20
-0,97
0,3414
Tukey-Kramer
0,8634
TYP
Compact
UV Deser
0,9643
1,2973
20
0,74
0,4660
Tukey-Kramer
0,9435
TYP
Osram
PowerSun
-1,6078
1,2989
20
-1,24
0,2301
Tukey-Kramer
0,7301
TYP
Osram
Roehre
-0,2143
1,2973
20
-0,02
0,9870
Tukey-Kramer
1,0000
TYP
Osram
UV Deser
2,2071
1,2973
20
1,70
0,1044
Tukey-Kramer
0,4554
TYP
PowerSun
Roehre
1,5864
1,2989
20
1,22
0,2361
Tukey-Kramer
0,7394
TYP
PowerSun
UV Deser
3,8150
1,2989
20
2,94
0,0081
Tukey-Kramer
0,0560
TYP
Roehre
UV Deser
2,2286
1,2973
20
1,72
0,1013
Tukey-Kramer
0,4460
Effect
TYP
_TYP
TYP
Compact
TYP
89
Adj P
Tabelle 23: Einfluss von Typ und Datum auf KRL nach 12 Monaten
Type 3 Tests of Fixed Effects
Effect
TYP
Datum
TYP*Datum
Num
DF
Den
DF
F Value
Pr > F
4
20
3,11
0,0384
53
999
2646,97
<0,0001
212
999
1,59
<0,0001
Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
Compact
95,5630
1,4108
20
67,73
<0,0001
TYP
Osram
99,0037
1,4108
20
70,17
<0,0001
TYP
PowerSun
101,31
1,4219
20
71,25
<0,0001
TYP
Roehre
99.3889
1.4108
20
70.45
<0,0001
TYP
UV Deser
95.7111
1.4108
20
67.84
<0,0001
Effect
TYP
TYP
Differences of Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
Adjustment
Osram
-3,4407
1,9952
20
-1,72
0,1000
Tukey-Kramer
0,4423
Compact
PowerSun
-5,7504
2,0031
20
-2,87
0,0095
Tukey-Kramer
0,0640
TYP
Compact
Roehre
-3,8259
1,9952
20
-1,92
0,0696
Tukey-Kramer
0,3405
TYP
Compact
UV Deser
-0,1481
1,9952
20
-0,07
0,9415
Tukey-Kramer
1,0000
TYP
Osram
PowerSun
-2,3096
2,0031
20
-1,15
0,2625
Tukey-Kramer
0,7769
TYP
Osram
Roehre
-0,3852
1,9952
20
-0,19
0,8489
Tukey-Kramer
0,9997
TYP
Osram
UV Deser
3,2926
1,9952
20
1,65
0,1145
Tukey-Kramer
0,4847
Effect
TYP
_TYP
TYP
Compact
TYP
90
Adj P
Differences of Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
Adjustment
Roehre
1,9245
2,0031
20
0,96
0,3482
Tukey-Kramer
0,8693
PowerSun
UV Deser
5,6022
2,0031
20
2,80
0,0111
Tukey-Kramer
0,0741
Roehre
UV Deser
3,6778
1,9952
20
1,84
0,0802
Tukey-Kramer
0,3780
Effect
TYP
_TYP
TYP
PowerSun
TYP
TYP
Adj P
Tabelle 24: Einfluss von Geschlecht und Herkunft auf KGW nach 6 Monaten
Type 3 Tests of Fixed Effects
Num
DF
Den
DF
F Value
Pr > F
Geschlecht
1
21
0,05
0,8197
Herkunft
1
21
0,65
0,4291
Geschlecht*Herkunft
1
21
2,42
0,1346
27
633
2118,19
<0,0001
Effect
Datum
Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
1
15,8872
0,4496
21
35,33
<0,0001
2
16,0094
0,2797
21
57,24
<0,0001
Effect
Geschlecht
Geschlecht
Geschlecht
Herkunft
Herkunft
1
16,1618
0,2797
21
57,78
<0,0001
Herkunft
2
15,7348
0,4496
21
34,99
<0,0001
1
15,6887
0,4496
21
34,89
<0,0001
Geschlecht*Herkunft
1
91
Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
2
16,0857
0,7788
21
20,65
<0,0001
2
1
16,6350
0,3328
21
49,99
<0,0001
2
2
15,3839
0,4496
21
34,21
<0,0001
Effect
Geschlecht
Herkunft
Geschlecht*Herkunft
1
Geschlecht*Herkunft
Geschlecht*Herkunft
Differences of Least Squares Means
Effect
Geschlecht
Geschlecht
1
Herkunft
Herkunft
Geschlecht
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
-0,1222
0,5295
21
-0,23
2
0,4270
0,5295
21
0,81
Herkunft
2
1
Geschlecht*Herkunft
1
1
1
2
-0,3970
0,8993
21
-0,44
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
1
-0,9463
0,5594
21
-1,69
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
2
0,3048
0,6359
21
0,48
Geschlecht*Herkunft
1
2
2
1
-0,5493
0,8469
21
-0,65
Geschlecht*Herkunft
1
2
2
2
0,7018
0,8993
21
0,78
Geschlecht*Herkunft
2
1
2
2
1,2510
0,5594
21
2,24
Differences of Least Squares Means
Effect
Geschlecht
Geschlecht
1
Herkunft
Herkunft
Geschlecht
Herkunft
2
1
Pr > |t|
0,8197
2
0,4291
Geschlecht*Herkunft
1
1
1
2
0,6634
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
1
0,1055
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
2
0,6367
Geschlecht*Herkunft
1
2
2
1
0,5237
Geschlecht*Herkunft
1
2
2
2
0,4439
92
Differences of Least Squares Means
Effect
Geschlecht
Herkunft
Geschlecht
Herkunft
Pr > |t|
Geschlecht*Herkunft
2
1
2
2
0,0363
Tabelle 25: Einfluss von Geschlecht und Herkunft auf KGW nach 12 Monaten
Type 3 Tests of Fixed Effects
Num
DF
Den
DF
F Value
Pr > F
Geschlecht
1
21
0,34
0,5678
Herkunft
1
21
0,06
0,8166
Geschlecht*Herkunft
1
21
1,48
0,2370
53
1211
810,48
<0,0001
Effect
Datum
Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
1
40,7380
1,8053
21
22,57
<0,0001
2
41,9721
1,1232
21
37,37
<0,0001
Effect
Geschlecht
Geschlecht
Geschlecht
Herkunft
Herkunft
1
41,6047
1,1242
21
37,01
<0,0001
Herkunft
2
41,1054
1,8047
21
22,78
<0,0001
Geschlecht*Herkunft
1
1
39,6936
1,8070
21
21,97
<0,0001
Geschlecht*Herkunft
1
2
41,7824
3,1258
21
13,37
<0,0001
Geschlecht*Herkunft
2
1
43,5159
1,3377
21
32,53
<0,0001
93
Least Squares Means
Effect
Geschlecht
Herkunft
Geschlecht*Herkunft
2
2
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
40,4284
1,8047
21
22,40
<0,0001
Differences of Least Squares Means
Effect
Geschlecht
Geschlecht
1
Herkunft
Herkunft
Geschlecht
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
-1,2341
2,1261
21
-0,58
2
0,4993
2,1262
21
0,23
Herkunft
2
1
Geschlecht*Herkunft
1
1
1
2
-2,0888
3,6105
21
-0,58
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
1
-3,8223
2,2482
21
-1,70
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
2
-0,7348
2,5539
21
-0,29
Geschlecht*Herkunft
1
2
2
1
-1,7335
3,4000
21
-0,51
Geschlecht*Herkunft
1
2
2
2
1,3540
3,6093
21
0,38
Geschlecht*Herkunft
2
1
2
2
3,0875
2,2464
21
1,37
Differences of Least Squares Means
Effect
Geschlecht
Geschlecht
1
Herkunft
Herkunft
Geschlecht
Herkunft
2
1
Pr > |t|
0,5678
2
0,8166
Geschlecht*Herkunft
1
1
1
2
0,5690
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
1
0,1039
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
2
0,7764
Geschlecht*Herkunft
1
2
2
1
0,6155
Geschlecht*Herkunft
1
2
2
2
0,7113
Geschlecht*Herkunft
2
1
2
2
0,1838
94
Tabelle 26: Einfluss von Geschlecht und Herkunft auf KRL nach 6 Monaten
Type 3 Tests of Fixed Effects
Num
DF
Den
DF
F Value
Pr > F
Geschlecht
1
21
0,18
0,6760
Herkunft
1
21
1,31
0,2651
Geschlecht*Herkunft
1
21
9,76
0,0051
27
633
3797,95
<0,0001
Effect
Datum
Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
1
72,3958
0,7024
21
103,07
<0,0001
2
72,0453
0,4368
21
164,94
<0,0001
Effect
Geschlecht
Geschlecht
Geschlecht
Herkunft
Herkunft
1
72,6941
0,4368
21
166,42
<0,0001
Herkunft
2
71,7470
0,7024
21
102,15
<0,0001
Geschlecht*Herkunft
1
1
71,5774
0,7024
21
101,91
<0,0001
Geschlecht*Herkunft
1
2
73,2143
1,2165
21
60,18
<0,0001
Geschlecht*Herkunft
2
1
73,8108
0,5195
21
142,08
<0,0001
Geschlecht*Herkunft
2
2
70,2798
0,7024
21
100,06
<0,0001
Differences of Least Squares Means
Effect
Geschlecht
Geschlecht
1
Herkunft
Geschlecht*Herkunft
Herkunft
Geschlecht
Standard
Error
DF
t Value
0,3506
0,8271
21
0,42
2
0,9470
0,8271
21
1,14
2
-1,6369
1,4047
21
-1,17
2
1
1
Estimate
Herkunft
1
1
95
Differences of Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
1
-2,2334
0,8736
21
-2,56
2
2
1,2976
0,9933
21
1,31
2
2
1
-0,5965
1,3228
21
-0,45
1
2
2
2
2,9345
1,4047
21
2,09
2
1
2
2
3,5310
0,8736
21
4,04
Effect
Geschlecht
Herkunft
Geschlecht
Herkunft
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
Geschlecht*Herkunft
1
1
Geschlecht*Herkunft
1
Geschlecht*Herkunft
Geschlecht*Herkunft
Differences of Least Squares Means
Effect
Geschlecht
Geschlecht
1
Herkunft
Herkunft
Geschlecht
Herkunft
2
1
Pr > |t|
0,6760
2
0,2651
Geschlecht*Herkunft
1
1
1
2
0,2570
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
1
0,0184
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
2
0,2056
Geschlecht*Herkunft
1
2
2
1
0,6567
Geschlecht*Herkunft
1
2
2
2
0,0491
Geschlecht*Herkunft
2
1
2
2
0,0006
96
Tabelle 27: Einfluss von Geschlecht und Herkunft auf KRL nach 12 Monaten
Type 3 Tests of Fixed Effects
Num
DF
Den
DF
F Value
Pr > F
Geschlecht
1
21
0,10
0,7525
Herkunft
1
21
0,06
0,8090
Geschlecht*Herkunft
1
21
6,01
0,0230
53
1211
2457,10
<0,0001
Effect
Datum
Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
Pr > |t|
1
98,2514
1,2954
21
75,85
<0,0001
2
97,7640
0,8057
21
121,34
<0,0001
Effect
Geschlecht
Geschlecht
Geschlecht
Herkunft
Herkunft
1
98,1944
0,8062
21
121,80
<0,0001
Herkunft
2
97,8210
1,2951
21
75,53
<0,0001
Geschlecht*Herkunft
1
1
96,5677
1,2963
21
74,50
<0,0001
Geschlecht*Herkunft
1
2
99,9352
2,2432
21
44,55
<0,0001
Geschlecht*Herkunft
2
1
99,8212
0,9589
21
104,10
<0,0001
Geschlecht*Herkunft
2
2
95,7068
1,2951
21
73,90
<0,0001
Differences of Least Squares Means
Effect
Geschlecht
Geschlecht
1
Herkunft
Geschlecht*Herkunft
Herkunft
Geschlecht
Standard
Error
DF
t Value
0,4874
1,5255
21
0,32
2
0,3734
1,5256
21
0,24
2
-3,3675
2,5908
21
-1,30
2
1
1
Estimate
Herkunft
1
1
97
Differences of Least Squares Means
Estimate
Standard
Error
DF
t Value
1
-3,2535
1,6123
21
-2,02
2
2
0,8609
1,8324
21
0,47
2
2
1
0,1140
2,4396
21
0,05
1
2
2
2
4,2284
2,5903
21
1,63
2
1
2
2
4,1144
1,6115
21
2,55
Effect
Geschlecht
Herkunft
Geschlecht
Herkunft
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
Geschlecht*Herkunft
1
1
Geschlecht*Herkunft
1
Geschlecht*Herkunft
Geschlecht*Herkunft
Differences of Least Squares Means
Effect
Geschlecht
Geschlecht
1
Herkunft
Herkunft
Geschlecht
Herkunft
2
1
Pr > |t|
0,7525
2
0,8090
Geschlecht*Herkunft
1
1
1
2
0,2078
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
1
0,0566
Geschlecht*Herkunft
1
1
2
2
0,6433
Geschlecht*Herkunft
1
2
2
1
0,9632
Geschlecht*Herkunft
1
2
2
2
0,1175
Geschlecht*Herkunft
2
1
2
2
0,0185
98
Anhang 3: Röntgenbilder
Abbildung 10: konventionelles Röntgen 04.06.2009, Tier 1-5 (von rechts); KV 50,
sec. 0,20, FFA 73 cm
99
Abbildung 11: konventionelles Röntgen 04.06.2009, Tier 6-10 (von rechts); KV
50, sec. 0,20, FFA 73 cm
Abbildung 12: konventionelles Röntgen 04.06.2009, Tier 11-15 (von rechts); KV
50, sec. 0,20, FFA 73 cm
100
Abbildung 13: konventionelles Röntgen 04.06.2009, Tier 16-20 (von rechts); KV
50, sec. 0,20, FFA 73 cm
Abbildung 14: konventionelles Röntgen 04.06.2009, Tier 21-25 (von rechts); KV
50, sec. 0,20, FFA 73 cm
101
Abbildung 15: konventionelles Röntgen 31.08.2009, Tier 9; KV 60, sec. 0,12, FFA
73 cm
Abbildung 16: konventionelles Röntgen 02.09.2009, Tier 1 u. 2 (von rechts ; KV
60, sec. 0,12, FFA 73 cm
102
Abbildung 17: konventionelles Röntgen 02.09.2009, Tier 7 u. 8 (von rechts); KV
60, sec. 0,12, FFA 73 cm
Abbildung 18: konventionelles Röntgen 02.09.2009, Tier 14 u. 15 (von rechts);
KV 60, sec. 0,12, FFA 73 cm
103
Abbildung 19: konventionelles Röntgen 02.09.2009, Tier 18 u. 19 (von rechts);
KV 60, sec. 0,12, FFA 73 cm
Abbildung 20: konventionelles Röntgen 02.09.2009, Tier 24 u. 25 (von rechts);
KV 60, sec. 0,12, FFA 73 cm
104
Abbildung 21: konventionelles Röntgen 07.12.2009, Tier 1 u. 2 (von rechts); KV
60, sec. 0,12, FFA 73 cm
Abbildung 22: konventionelles Röntgen 07.12.2009, Tier 7 u. 8 (von rechts); KV
60, sec. 0,12, FFA 73 cm
105
Abbildung 23: konventionelles Röntgen 07.12.2009, Tier 14 u. 15 (von rechts);
KV 60, sec. 0,12, FFA 73 cm
Abbildung 24: konventionelles Röntgen 07.12.2009, Tier 18 u. 19 (von rechts);
KV 60, sec. 0,12, FFA 73 cm
106
Abbildung 25: konventionelles Röntgen 07.12.2009, Tier 24 u. 25 (von rechts);
KV 60, sec. 0,12, FFA 73 cm
107
Abbildung 26: digitales Röntgen 14.03.2010, Tier 1; KV 30, mAS 5,89, FFA 50cm
108
Abbildung 27: digitales Röntgen 14.03.2010, Tier 7; KV 30, mAS 5,89, FFA 50cm
109
Abbildung 28: digitales Röntgen 14.03.2010, Tier 14; KV 30, mAS 5,89, FFA
50cm
110
Abbildung 29: digitales Röntgen 14.03.2010, Tier 19; KV 30, mAS 5,89, FFA
50cm
111
Abbildung 30: digitales Röntgen 14.03.2010, Tier 24; KV 30, mAS 5,89, FFA
50cm
112
Abbildung 31: digitales Röntgen 06.06.2010, Tier 1; KV 30, mAS 5,89, FFA 50cm
113
Abbildung 32: digitales Röntgen 06.06.2010, Tier 7; KV 30, mAS 5,89, FFA 50cm
114
Abbildung 33: digitales Röntgen 06.06.2010, Tier 14; KV 30, mAS 5,89, FFA
50cm
115
Abbildung 34: digitales Röntgen 06.06.2010, Tier 19; KV 30, mAS 5,89, FFA
50cm
116
Abbildung 35: digitales Röntgen 06.06.2010, Tier 24; KV 30, mAS 5,89, FFA
50cm
117
Danksagung
An dieser Stelle möchte ich mich bei Herrn Prof. Dr. Hansjoachim Hackbarth und
Frau Dr. Renate Keil ganz herzlich bedanken, ohne die diese Arbeit nicht möglich
gewesen wäre.
Desweiteren bedanke ich mich bei meinem Ehemann Mike Duda, meinem Vater
Oswald Fielitz sowie meinen Schwiegereltern Gisela und Peter Duda und meinen
Großmüttern Lieselotte Bernbeck und Elfriede Fielitz, dass sie immer zu mir gehalten
haben und mich immer unterstützten.
Außerdem möchte ich mich bei der Osram GmbH sowie der Firma Import Export
Peter Hoch e.K. für die freundliche Spende von Lampen und Materialien bedanken.
Mein besonderer Dank geht aber auch an all diejenigen, die zum Erfolg dieser Arbeit
beigetragen haben, nämlich den Elektrikern Herrn Wolf und Herrn Bertram, dem
Tischler Herrn Berg und dem „Statistiker“ Herrn Dr. Rohn, sowie den Mitarbeitern der
Zier- und Wildvogelklinik der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover. Ebenso
auch Herrn Marcus Klingebiel von der Leibnitz Universität Hannover und natürlich
Herrn Helge D. Stelzer, Frau Dr. Willa Bohnet und Frau Ping-Ping Tsai, PhD, des
Instituts für Tierschutz und Verhalten der Stiftung Tierärztliche Hochschule
Hannover.
118