Synthese, Stereochemie und pharmakologische Charakerisierung von 3,7-Diazabicyclo[3.3.1]nonan Derivaten als selektive κ-Agonisten Dissertation zur Erlangung des naturwissenschaftlichen Doktorgrades der Bayerischen Julius-Maximilians-Universität Würzburg vorgelegt von Holger Projahn aus Aalen Würzburg 2005 O O O OR' R'O O + 2R'OH / - 2MeOH a H3CO 180°C 0°C; MeOH 50°C; THF/Aceton NaBH4/MeOH; THF H2; Pd/C; MeOH H2; Pd/C; EtOAc Na(CN)BH3; HCl; MEOH DBU; CHCl3 (abs.) OR N Ar R N F 2 R R=CH3 N R R=CH3 Ar OCH3 2 N OH R OH N N O O OH N N 1 + R-Cl / - HCl R=H3C(CH2)nCO(n=0,2,8) h R HO 2 OR OCH3 N R Ar 1 70-76 (s. 6.9) F F 63-65 (s. 6.7.2) F F 26 (s. 6.6.2) R1 und/oder R2=H Abb. 24 Syntheseplan der Zielverbindungen O H3CO Ar CH3 Ar 1 66-69 (s. 6.8) CH3 O O N Ar 1 R=Benzyl R1=R2=CH3 f O H3CO HZ2, 3FLB (s. 6.2), 21-25, 27-55 (s. 6.6.1) R1 und/oder R2=Benzyl OH O g OR Ar Ar HO O RO 1 2 N O O d 56-62 (s. 6.7.1) R od. N OH R N + 2HCHO c + H2N-R2 - 2H2O R HO e Ar: Ar 1 PyA, 3FLA (s. 6.2), 4-20 (s. 6.5) 2 OH R O RO N Ar OEt ADS-Et + 2Ar-CHO + H2N-R1 - 2H2O OH O O O EtO ADS-Me b R O OCH3 1-3 (s. 6.4) a: b: c: d: e: f : g: h: O O Synthese, Stereochemie und pharmakologische Charakerisierung von 3,7-Diazabicyclo[3.3.1]nonan Derivaten als selektive κ-Agonisten Dissertation zur Erlangung des naturwissenschaftlichen Doktorgrades der Bayerischen Julius-Maximilians-Universität Würzburg vorgelegt von Holger Projahn aus Aalen Würzburg 2005 Eingereicht am .................................................. bei der Fakultät für Chemie und Pharmazie 1. Gutachter .................................................. 2. Gutachter .................................................. der Dissertation 1. Prüfer .................................................. 2. Prüfer .................................................. 3. Prüfer .................................................. des öffentlichen Promotionskolloquiums Datum des öffentlichen Promotionskolloquiums .................................................. Doktorurkunde ausgehändigt am .................................................. Frau Professor Dr. Ulrike Holzgrabe, auf deren Anregung und unter deren Leitung die vorliegende Arbeit entstand, danke ich sehr herzlich für die freundliche Aufnahme in ihren Arbeitskreis, die interessante Themenstellung, ihre immer vorhandene Diskussionsbereitschaft und die mir gewährte Unterstützung bei der Anfertigung dieser Dissertation. (:..und auch für ihre unermüdliche Geduld bei der Korrektur der vielen Monographien..:) Die hier vorliegende Arbeit wurde in der Zeit von Juli 2000 bis Mai 2005 am Institut für Pharmazie und Lebensmittelchemie der Bayerischen JuliusMaximilians-Universität in Würzburg unter der Leitung von Frau Professor Dr. Ulrike Holzgrabe angefertigt. Ich möchte mich in erster Linie bei meiner Familie und meinen Freunden sehr herzlich bedanken, die mir sowohl privat, als auch fachlich mit Rat und Tat zur Seite gestanden haben und somit maßgeblich zum Gelingen dieser Arbeit beigetragen haben. Ganz besonders möchte ich mich bedanken bei: Der Firma Grünenthal GmbH, Aachen, besonders bei Frau Dr. Kögel, Herrn Dr. Englberger, Herrn Dr. Haurand, Herrn Dr. Friderichs, Herrn Dr. Zimmer, Herrn Dr. Frormann und Herrn Dr. Sundermann für die Durchführung der pharmakologischen Testung. Herrn Dr. Lienke, Universität Heidelberg, für die vielen fachlichen Diskussionen. Meiner Freundin Delia Gliga, die mir in jeder Lebenslage, besonders in jeder Phase der Promotion Unterstützung und viel Kraft gegeben hat und deshalb unendlich viel zum Gelingen beigetragen hat. (Te iubesc foarte mult !) Eberhard für das tolle Laborklima, die vielen Diskussionen, Anregungen, alle seine kleinen und grossen Tipps und Kniffs rund um die praktische Bändigung der Chemie (Du bist immer noch der Teer-König!), alle seine NMR-Röhrchen, Kolben, vor allem seine eluotrope Reihe, für das Einführen in die fränkische Weinkultur mit vielen praktischen Seminaren und für die Erkenntnis, dass Knoblauch zu jedem Gericht passt außer Mousse au chocolat und Crème Caramel. Juurgen für die kohlossale Zeit im Labor und während des Studiums, für die vielen fachlichen Gespräche, bei denen ich sehr viel gelernt habe. Steffi und Dani für die unzähligen kleinen Pausen, in denen bei lecker Kippchen über Gott und die Welt geschnattert wurde. Eure Hüte sind nach wie vor unerreicht. Weiter so... Antonella, die mir mit ihrem sonnigen Gemüt so manche trübe Laborstunde erhellt hat und ohne die die Feten nur noch halb so gut waren. Ralph für die anregenden und interessanten Diskussionen zu diversen NMRProblemen als auch zu politischen Fragestellungen, die ich sicherlich vermissen werde. Lina, die mir unermüdlich die unzähligen Kleinigkeiten aus der Chemikalienausgabe besorgt hat und die immer für möglichst wenig Entropie im Labor gesorgt hat. Bernd für immer selbstverständliches Asyl in seinem Kombjuderraum. Curd für die nette Einführung in die Geheimnisse der praktischen NMRSpektroskopie. Benny für seine urschwäbische Art, alles nicht so eng zu sehen und der mich im alltäglichen Kampf gegen Fussball-philosophisch Fehlgeleitete tatkräftig unterstützt hat. Sabine für die nette, aber leider kurze Zeit im Labor und für die vielen DVD's woher sie auch stammen mögen. Claudia für alle heiteren Kaffeepausen. Bei den Studenten des 6.Semesters, die mich die eine oder andere Hirnzelle gekostet haben, die es aber auch mit mir manchmal nicht leicht gehabt haben. Meinem gesamten Arbeitskreis, der durch das freundliche und lockere Arbeitsklima maßgeblich zum Gelingen dieser Arbeit beigetragen hat. Und schlussendlich bei allen anderen Kollegen und Weggefährten die ich während meiner Zeit am Institut kennengelernt habe, hier aber nicht alle im Einzelnen nennen kann. Meiner Familie Inhaltsverzeichnis 1. Einleitung..................................................................................................1 1.1. OPIOIDE ....................................................................................................1 1.1.1. Geschichtliches ...................................................................................1 1.1.2. Das endogene opioide System ...........................................................5 1.1.2.1. Anatomie und Funktionen ........................................................5 1.1.2.2. Opioidrezeptoren......................................................................6 1.1.2.2.1. Klassifizierung ......................................................................6 1.1.2.2.2. Molekulare Pharmakologie.................................................10 1.1.2.2.3. Biologische Wirkungen und Nebenwirkungen ....................13 1.1.3. Subtypspezifische Liganden .............................................................16 1.1.3.1. Endogene Liganden ...............................................................16 1.1.3.1.1. POMC-Gruppe ...................................................................17 1.1.3.1.2. PA-Gruppe .........................................................................17 1.1.3.1.3. PD-Gruppe .........................................................................17 1.1.3.1.4. ppOFQ/N-Gruppe...............................................................18 1.1.3.1.5. Pro-Endomorphin-Gruppe ..................................................18 1.1.3.2. Synthetische Liganden ...........................................................19 1.1.3.2.1. µ-Rezeptor-Liganden .........................................................19 1.1.3.2.2. δ-Rezeptor-Liganden .........................................................24 1.1.3.2.3. ORL1-Rezeptorliganden .....................................................25 1.1.3.2.4. κ-Rezeptor-Liganden..........................................................26 1.2. Katalysatoren ...........................................................................................30 1.2.1. Bispidon-Übergangsmetall-Komplexe ...............................................30 1.2.2. Bispidon-Übergangsmetall-Komplexe als Katalysatoren...................31 1.2.3. Anwendung von Bispidon-Übergangsmetall-Komplexen ..................33 2. Zielsetzung und Motivation ...................................................................34 2.1. Opioidliganden .........................................................................................34 2.2. Katalysatorliganden..................................................................................35 Inhaltsverzeichnis 3. Allgemeiner Teil .....................................................................................37 3.1. Die Mannich-Reaktion ..............................................................................37 3.2. Synthese der Zielverbindungen................................................................39 3.2.1. Synthese der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3..........................41 3.2.2. Synthese der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-20.42 3.2.3. Synthese der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di- carbonsäurederivate 21-25, 27-55 ....................................................46 3.2.3.1. Optimierung der Synthese......................................................46 3.2.3.2. Synthese von Liganden mit gemischter κ/δ-Affinität...............49 3.2.3.3. Stereochemie der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]- nonan-1,5-di-carbonsäurederivate .........................................51 3.2.3.3.1. Konfigurationsisomerie.......................................................51 3.2.3.3.2. Konformationsisomerie ......................................................60 3.2.4. Synthese der 2,4-Di-(3-fluorphenyl)-3,7-dimethyl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure 26 ...........................................67 3.2.5. Synthese der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo- [3.3.1]-nonan-9-ole 56-62..................................................................70 3.2.5.1. 3.2.6. Optimierung der Synthese......................................................70 N-Debenzylierung zu den 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen 63-65 ......................................................76 3.2.7. Synthese der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 66-69.......................................................78 3.2.7.1. Optimierung der Synthese......................................................78 3.2.7.2. Chromatographische Trennung der syn/anti-Isomere ............81 3.2.7.2.1. Trennung der Isomeren 66a und 66b.................................81 3.2.7.2.2. Trennung der Isomeren 67a und 67b.................................83 3.2.8. Synthese der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 70-76.......................................................87 3.2.9. Stereochemie der sekundären Alkoholfunktion an C9 ......................90 3.2.9.1. Der NOE-Effekt ......................................................................90 Inhaltsverzeichnis 3.2.9.2. Selektive 1D-NOESY-Messungen..........................................92 3.2.9.2.1. Probenvorbereitung............................................................95 3.2.9.2.2. Diskussion der Messergebnisse.........................................95 3.3. Pharmakologische Testung....................................................................100 3.3.1. Bestimmung der Rezeptoraffnität....................................................100 3.3.2. Bestmimung der In-vivo-Aktivität.....................................................101 3.3.3. Diskussion der Testergebnisse .......................................................102 4. Zusammenfassung ..............................................................................109 5. Summary...............................................................................................113 6. Experimenteller Teil .............................................................................117 6.1. Allgemeine Angaben ..............................................................................117 6.2. Synthese literaturbekannter Vorstufen ...................................................120 6.2.1. Synthese von PyA ..........................................................................120 6.2.2. Synthese von HZ2...........................................................................120 6.2.3. Synthese von 3FLA ........................................................................121 6.2.4. Synthese von 3FLB ........................................................................122 6.2.5. Synthese der 4-Benzoylbenzoesäure .............................................122 6.2.6. Synthese des 4-Benzoylbenzoesäure-N,N-diethylamid ..................123 6.3. Synthese des (RS)-4-(1-Amino-1-phenyl)methylbenzoesäure-N,N-diethylamid-hydrochlorid...................................................................................124 6.4. Synthese der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3 ...............................125 6.4.1. Allgemeine Synthesevorschrift ........................................................125 6.4.2. Analytische Daten ...........................................................................126 6.5. Synthese der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-20......127 6.5.1. Allgemeine Synthesevorschrift ........................................................127 6.5.2. Analytische Daten ...........................................................................129 Inhaltsverzeichnis 6.6. Synthese der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di-carbonsäurederivate 25-55 ...............................................................................137 6.6.1. Allgemeine Synthesevorschrift ........................................................137 6.6.2. Hydrogenolytische Esterspaltung zur 2,4-Di-(3-fluorphenyl)-3,7-dimethyl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure 26..140 6.6.3. 6.7. Analytische Daten ...........................................................................141 Synthese der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo-[3.3.1]nonan-9-ole 56-65..................................................................................162 6.7.1. Reduktion zu den 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxy-methyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen 56-62...............................................................162 6.7.2. N-Debenzylierung zu den 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen 63-65 ....................................................164 6.7.3. 6.8. Analytische Daten ...........................................................................165 Synthese der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di- carbonsäuredimethylester 66-69............................................................172 6.8.1. Reduktion der C9-Ketofunktion zu den 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylestern 66-69..........172 6.8.2. Trennung der Isomeren 66a und 66b..............................................173 6.8.3. Trennung der Isomeren 67a und 67b..............................................174 6.8.4. Trennung der Isomeren 69a und 69b..............................................175 6.8.5. Analytische Daten ...........................................................................176 6.9. Synthese der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di- carbonsäuredimethylester 70-76............................................................181 6.9.1. Acylierung der C9-Hydroxygruppe zu den 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylestern 70-76 ....181 6.9.2. Analytische Daten ...........................................................................184 6.10. Durchführung der pharmakologischen Testung .....................................190 7. 6.10.1. Bestimmung der Rezeptoraffinität ...............................................190 6.10.2. Bestimmung der In-vivo-Aktivität .................................................191 Anhang..................................................................................................193 Inhaltsverzeichnis 8. Literaturverzeichnis .............................................................................202 Einleitung 1. Einleitung 1.1. OPIOIDE Definition: Der Begriff „Opioid" umfasst alle Substanzen, welche den gleichen Wirkmechanismus aufweisen wie die Bestandteile des Opium, dem getrockneten Milchsaft der Kapseln des Schlafmohns (Papaver somniferum, Papaveraceae).1 Die Opioide können gemäß ihrer Struktur grob in drei Gruppen eingeteilt werden: - Substanzen natürlichen Ursprungs, die durch Isolierung aus Schlafmohn gewonnen werden, und deren synthetische Derivate. - Substanzen, welche vollsynthetisch hergestellt werden und sich strukturell völlig von den Naturstoffen oder deren halbsynthetisch gewonnenen Derivaten unterscheiden, dabei aber das gleiche Wirkprofil besitzen. - Peptidische Substanzen natürlichen oder synthetischen Ursprungs mit gleichem oder ähnlichem Wirkprofil wie die nicht-peptidischen Substanzen.2 1.1.1. Geschichtliches Der Schmerz ist untrennbar mit dem Menschen verbunden. Er begleitet den Menschen von seiner Geburt bis zum Tode. Die Allgegenwärtigkeit des Schmerzes hat die Menschheit schon in frühester Geschichte bewegt und dazu animiert diesen zu verstehen und zu bekämpfen. Viele Naturvölker glaubten, der Schmerz, sofern er von Krankheiten komme, sei von bösen Geistern und Dämonen hervorgerufen, die vom Körper des Erkrankten Besitz ergriffen hatten. Diese durch Beschwörungen und Rituale auszutreiben, war Aufgabe von Schamanen und Medizinmännern. Bei den frühen Hochkulturen, wie z.B. den Ägyptern, lassen sich neben religiösen und magischen Schmerzaustreibungen auch schon rationale, 1 Einleitung empirische Ansätze zur Schmerzbehandlung finden. So wurde versucht Schmerzen durch Erbrechen oder Urinieren zu behandeln, auf dass die bösen Geister auf diesen Wegen den Körper verlassen konnten. Auch die Anwendung von pflanzlichen oder tierischen Präparaten war bekannt. So legte man z.B. in Öl gebratene Frösche auf schmerzende Hautpartien, oder aber man bediente sich der „Pflanze der Freude“, wie sie von den frühen Sumerern genannt wurde, dem Schlafmohn Papaver somniferum. Der Umgang damit, und die Gewinnung des Milchsaftes aus Schlafmohn lässt sich bis zu ca. 4000 Jahren zurückverfolgen. Damals wurde der Schlafmohn während der 18. Dynastie (1500 – 1300 v. Chr.) zu medizinischen Zwecken aus Palästina nach Ägypten importiert. Ebenfalls in Indien oder im frühen China war Opium zur Behandlung von Zahn- oder Gelenkschmerzen bekannt. Im antiken Rom verwendete der römische Arzt Galen (129 – 200 n. Chr.) neben diversen Kräutern auch eine opiumhaltige Mixtur, den Theriak, welcher aus bis zu 70 Grundstoffen, auch mit Fleisch von diversen Giftschlangen, zusammengesetzt war.3 Der Ursprung des Theriak ist bei Mithridates VI Eupator dem König von Pontos (132 – 63 v. Chr.) zu suchen. Sein Interesse galt der Verwendung nahezu aller einfachen Mittel um diese den tödlich wirkenden Mitteln entgegenzusetzen. Seine bevorzugte wissenschaftliche Methodik bestand darin, Gefangene mit diversen Giften zu vergiften und anschließend seine Heilmittel an ihnen zu versuchen. Seine Hoffnung galt der Erfindung eines universellen Heilmittels gegen alle tödlichen Gifte. Dieses seit damals bekannte, nach seinem Erfinder benannte Mithridatium bildete die Grundlage für den Theriak, den der spätere Leibarzt Neros (37 – 68 n. Chr.), Andromachos der Ältere (1. Jh. n. Chr.), herstellte. Er veränderte die Rezeptur des Mithridatium, indem er mehrere Komponenten durch andere ersetzte und ergänzte, unter anderem mit einer nicht unerheblichen Menge an Vipernfleisch. Dieser Theriak (thería = giftiges Tier) wurde einerseits als Allheilmittel, aber auch prophylaktisch, um sich vor Giftanschlägen potentieller Rivalen zu schützen, verwendet.4 2 Einleitung Lange gab es auf dem Gebiet der pharmakologischen Schmerztherapie keine Alternative zum Theriak, der als beliebtes Handelsgut bis ins 18. Jahrhundert weite Verbreitung erfuhr, und bis 1955 sogar im Deutschen Arzneibuch, im 5. Ergänzungsband, verzeichnet war. Im Mittelalter bewegte sich nicht viel bezüglich der Schmerztherapie, woran die christliche Kirche sicherlich keinen geringen Anteil hatte. Durch die Verknüpfung von Schmerz und Sünde erfolgte eine Transzendierung des Leidens als Folge menschlicher Fehlbarkeit, so dass eine Heilung nur bei Gott und den Heiligen gesucht und gefunden werden konnte. Sicherlich stellte die Erfindung bzw. Entwicklung des Laudanum durch den Apotheker Philippus Theophrastus Bombastus von Hohenheim, auch als Paracelsus bekannt (1493 – 1541), eine Bereicherung dar im Sortiment der Schmerzmittel. Das Laudanum enthielt neben Opiumextrakten auch verschiedene Kräuter wie Alraune (Mandragora officinarum, Solanaceae), Bilsenkraut (Hyoscyamus niger, Solanaceae) und Tollkirsche (Atropa Belladonna, Solanaceae). Auch das Laudanum erfreute sich großer Beliebtheit und weiter Verbreitung und fand Anwendung bis ins frühe 20. Jahrhundert. Mit der Erfindung des Laudanum wurden aber auch kritische Stimmen bezüglich der Nebenwirkungen des Opiums laut. So schrieb Jacobus Theodorus gen. Tabernaemontanus (1520 – 1590): „ Dann in Wahrheit von diesen Opio zu reden / ist nicht anders denn ein schädlich Gift. ... es benimt die Empfindlichkeit aller Gliedmassen ... und bringt den Menschen schlafend umb.“3 Im 19. Jahrhundert gelang dem Paderborner Apotheker Friedrich Wilhelm Adam Sertürner (1783 – 1841) der Durchbruch auf dem Gebiet der Pharmakologie. Ihm gelang im Jahre 1805 die Isolierung und Kristallisation von Morphin aus Rohopium. Der Name Morphin entstammt der römischen Mythologie und wurde nach dem Gott des Schlafes Morpheus benannt. Es ist neben Papaverin, Codein und Thebain, um nur die bekanntesten der ca. 25 enthaltenen Alkaloide zu nennen, das Hauptalkaloid der Pflanze. Diese herausragende wissenschaftliche Errungenschaft wurde unter dem Titel „Darstellung der reinen Mohnsäure (Opiumsäure)“ in Trommsdorff Journal der Pharmacie 1806 publiziert. Sertüner untersuchte ebenfalls die pharmakologischen Wirkungen des Morphins zuerst im 3 Einleitung Tierversuch und später am Menschen durch Selbstversuche. Die Ergebnisse beschrieb er wie folgt: „ ...eine vorübergehende Neigung zum Erbrechen und ein dumpfer Schmerz im Kopfe mit Betäubung empfunden...“ worauf dann „... Ermattung und starke an Ohnmacht grenzende Betäubung“ folgten. Nach einer versuchten Antagonisierung dieser Wirkungen durch Einnahme von starkem Essig schrieb er weiter: „ Hiernach erfolgte heftiges Erbrechen... Die Nacht ging unter starkem Schlaf vorüber. Gegen Morgen stellte sich das Erbrechen wieder ein... Mangel an Leibesöffnung und Eßlust, Betäubung, Schmerzen in dem Kopfe und Leibe verloren sich erst nach einigen Tagen.“ Damit hatte Sertürner Analgesie, Sedierung, Appetitlosigkeit, Erbrechen und Obstipation, als die klassischen Wirkungen und Nebenwirkungen von opioiden Schmerzmitteln umfangreich und eindeutig beschrieben. Im Jahre 1827 begann die industrielle Produktion von Morphin durch die Firma Merck. Die nun im großen Maßstab sichergestellte Morphinverfügbarkeit wurde in den darauf folgenden amerikanischen Bürgerkriegen (1861 – 1865) als auch im Deutsch-Französischen Krieg zur Versorgung der Soldaten ausgenutzt, wobei erst im Nachhinein das enorme Suchtpotential von hoch dosiertem, systemisch verabreichten Morphin erkannt wurde. Durch diese unerwünschten Wirkungen sah sich die Wissenschaft dazu angetrieben, neue Morphinderivate synthetisch herzustellen, welche bei gleich bleibender Analgesie ein deutlich geringeres Nebenwirkungs -, vor allem jedoch ein erheblich vermindertes Suchtpotential aufweisen sollten. Um nur die wichtigsten zu nennen, kamen 1874 das Diacetylmorphin (Heroin), 1925 das Hydromorphon (Dilaudid®), 1949 das Methadon (Polamidon®), 1970 das Tilidin (Valoron®), 1977 das Tramadol (Tramal®), 1983, als pharmazeutischtechnologische Errungenschaft, Morphin als Retardformulierung (MST®), 1991 das Fentanyl (Durogesic®) und 2001 Buprenorphin (Transtec®), jeweils als transdermale Applikationssysteme, auf den Markt.5 4 Einleitung 1.1.2. Das endogene opioide System 1.1.2.1. Anatomie und Funktionen Das endogene opioide System wird häufig mit dem ableitenden Schmerzinhibitorischen System gleichgesetzt. Letzteres gehört zwar auch zum opioiden System, jedoch ist dieses weiter im menschlichen Körper verbreitet. Im Grunde bilden alle Körperareale, in denen es eine hohe Opioidrezeptorendichte gibt und die somit an der Schmerzempfindung und -unterdrückung beteiligt sind, das opioide System. Opioidrezeptoren (OR) findet man in hohen Dichten im Gehirn und im ZNS. Man findet sie aber auch am GastroIntestinaltrakt zur Steuerung der Motilität, der Magenentleerung und Sekretion von Intestinalflüssigkeit. Desweiteren findet man OR in der Peripherie und in Immunzellen. Dort sind sie an der Regulation von Entzündungsprozessen beteiligt.2 Die wichtigste Rolle spielen sie bei der zentralen Schmerzunterdrückung durch Hemmung der Weiterleitung von Nervenimpulsen des aufsteigenden Schmerzsystems und durch Abb. 1 Schematische Darstellung des ZNS Aktivierung des absteigenden Schmerz- regulationssystems (s. Abb. 1 aus6). Liegt eine Erregung z.B. von Nozizeptoren der Haut vor, so werden die daraus hervorgehenden Impulse über schnelle AδFasern, welche den ersten, akuten, lokalisierbaren Schmerz und über langsamere C-Fasern, welche den zweiten, dumpfen, schlecht lokalisierbaren Schmerz vermitteln, über Zwischenneurone auf den Tractus spinothalamicus lateralis übertragen. Als Neurotransmitter werden hierbei Substanz P und Glutamat ausgeschüttet. Substanz P fungiert hierbei mehr als Neuromodulator, 5 Einleitung indem es auf der Nozizeptorenseite zu einer Steigerung der Durchblutung, zu einer Entzündungsförderung und zu einer Sensibilisierung der Nozizeptoren beiträgt. Auf der zentralen Seite spielt Substanz P eine Rolle bei der Unterscheidung von niedrig- und hochfrequenten Impulsen der afferenten Nerven, indem Mg2+-blockierte NMDA-Kanäle (N-Methyl-D-Aspartat) für den eigentlichen Neurotransmitter Glutamat sensibilisiert werden. Der daraufhin erfolgende Calciumioneneinstrom hat weit reichende Konsequenzen innerhalb des Neurons, welche zu einer Erniedrigung der Reizschwelle führen und somit entscheidenden Einfluss auf die klinischen Fälle der Hyperalgesie nehmen.7,8 OR befinden sich prä- und postsynaptisch an den Interneuronen des aufsteigenden Schmerzsystems. Als Neurotransmitter fungieren die oligopeptidischen Endorphine, Enkephaline und Dynorphine. Ihre Ausschüttung unterbindet die Freisetzung des Neuromodulators Substanz P oder hemmt die Neurone direkt durch verschiedene Mechanismen, die später noch im Einzelnen erläutert werden.7 Zusätzlich aktivieren Opioide das absteigende Schmerzregulationssystem, welches in noradrenergen und serotonergen Synapsen an den Interneuronen des Rückenmarks endet, wodurch ebenfalls die Weiterleitung der Schmerzafferenzen auf den Tractus spinothalamicus unterbunden wird. Auf supraspinaler Ebene sind OR an der Abschwächung des emotionalen Erlebens von Schmerzen (limbisches System) aber auch an der Inhibierung der vegetativen Komponenten, wie Erhöhung der Atmungsaktivität oder Durchblutungssteigerung, beteiligt (Formatio reticularis).9 1.1.2.2. Opioidrezeptoren 1.1.2.2.1. Klassifizierung Die Existenz von OR wurde erstmals in den frühen fünfziger Jahren von Beckett und Casy postuliert.10 Sie untersuchten mit Hilfe von Tail-flick-Experimenten die analgetische Wirksamkeit von verschiedenen Enantiomerenpaaren. Anhand der untersuchten Strukturen wurde mittels einfacher Struktur-Wirkungsbeziehungen ein Modell entwickelt, welches die Oberflächenbeschaffenheit eines sog. 6 Einleitung "Analgesic Receptor" beschrieb. Diesem Modell zur Folge besitzt der "Analgesic Receptor" einen planaren Teil, eine Kavität und ein anionisches Zentrum, welche entsprechend in Wechselwirkung mit einem aromatischen Element, mit einem sterisch anspruchsvollem Kohlenwasserstoffgerüst und einem basischen Stickstoff treten sollten. Dieses Modell konnte jedoch nicht sehr lange bestehen, da immer neue Strukturen synthetisiert wurden, die nicht mit diesem Modell korrelierten. Ebenso verwirrend war die Tatsache, dass bei der Übertragung von Substituenten, die bei einigen Substanzklassen Garanten für eine hohe analgetische Potenz waren, auf andere sog. "Analgesiophoren" scheinbar zufällig deren Aktivität verstärkt oder auch völlig ausgelöscht wurde.11 Basierend auf diesen Erkenntnissen erweiterte Portoghese das Rezeptormodell durch die Annahme, das analgetische Molekül tritt in Wechselwirkung mit nur einer Art Rezeptor durch unterschiedliche Bindungsverhalten (Fall 1) oder es existieren mehrere Arten von Rezeptoren, an denen die Moleküle zu unterschiedlichen Anteilen binden (Fall 2). Ebenfalls wurde erstmals das Vorhandensein verschiedener Typen von Rezeptoren diskutiert, die in der Lage sind unterschiedliche Moleküle unabhängig voneinander, selektiv zu binden (Fall 3).12 OH OH OH O H3C O N H2C N OH Morphin CH3 CH3 Ketocyclazocin N CH3 CH3 SKF-10,047 Abb. 2 Namensgeber für die Opioidrezeptoren nach Martin Martin und Mitarbeiter konnten als Erste drei Typen von OR unterscheiden. Sie konnten durch Experimente an Morphin-abhängigen und -unabhängigen Hunden drei verschiedene Symptomatiken erzeugen. Sie ordneten diese den nach ihren Experimenten identifizierten selektiven Agonisten für die Rezeptoren µ (Morphin), κ (Ketocyclazocin) und σ (SKF-10,047) zu (s. Abb. 2).13 Die Identifizierung der endogenen Liganden Met(5)- und Leu(5)-enkephalin14,15 (Enkephalin = griech. "Im Kopfe") führte zu einer Vielzahl an Radioligandbindungsstudien mit deren Tritium-markierten Derivaten.16 Mit Hilfe dieser 7 Einleitung Untersuchungen gelang es Kosterlitz et al. einen weiteren OR zu identifizieren. Es stellte sich heraus, dass die Enkephaline im Guinea-Pig-Ileum-Testsystem (GPI) eine höhere Aktivität zeigten als im Mouse-vas-Deferens-Testsystem OH OH (MVD). Ebenso konnten die Effekte, die im O GPI N N CH3 CH3 O CH3 CH3 MR2266 Ethylketocyclazocin erzielt wurden, eine zehnmal durch geringere Naloxon Dosis an antagonisiert werden, als im MVD. Abb. 3 Vergleichbare Ergebnisse wurden mit dem κ-selektiven Antagonist MR2266 und Ethylketocyclazocin (s. Abb. 3) als Substrat erhalten. Man schloss daraus, dass die Effekte, die im MVD erzielt wurden, von einem weiteren bis dahin unbekannten Rezeptor hervorgerufen wurden. Dieser Rezeptor wurde nach der Mouse-vas-deferens Methode δ-Rezeptor benannt.17 Heute gilt als gesichert, dass der σ-Rezeptor nicht zu der Klasse der OR zählt. Die Wirkungen, welche anfänglich über diesen Rezeptor vermittelt wurden, basierten auf der Blockade von NMDA-Rezeptoren. Ebenso konnte dessen Zugehörigkeit zu den OR nicht durch Klonierungsexperimente untermauert werden.16 Mitte der neunziger Jahre konnte ein weiterer OR entdeckt werden. Durch Amplifikation humaner DNA, ausgehend von Oligonucleotiden, welche für hoch konservierte Regionen des δ-OR kodieren, konnte die cDNA eines neuen Rezeptors identifiziert werden, der zwar hohe Ähnlichkeit zu den bisher bekannten OR aufwies, jedoch ein anderes Bindungsverhalten gegenüber den endogenen Peptidprototypen β-Endorphin, Enkephalin und Dynorphin aufwies.18 Dieser Rezeptor wurde gemäß seiner Ähnlichkeit zu den OR ORL1-Rezeptor (Opioid-Receptor-Like) genannt. Mitte der achtziger Jahre bis Mitte der neunziger Jahre wurde eine Vielzahl an Bindungsstudien mit neuen, Tritium-markierten, selektiven, peptidischen und nicht-peptidischen Liganden durchgeführt. Es wurden mehrere Bindungsstellen für µ-, κ-, δ-Rezeptoren entdeckt, welche mit der Existenz von mehreren Sub- 8 Einleitung typen der einzelnen OR erklärt wurden. Für den µ-Rezeptor wurden drei Subtypen µ1-µ3, für den κ-Rezeptor vier Subtypen κ1, κ1a, κ1b und κ3, für den δ-Rezeptor zwei Subtypen δ1 und δ2 postuliert. Ob diese unterschiedlichen Bindungsstellen tatsächlich auf der Existenz von unabhängigen Rezeptoren beruhen, bleibt fraglich.19,20,21 Neuere Erkenntnisse gehen von der Möglichkeit aus, dass die Multiplizität der einzelnen Subtypen der unterschiedlichen OR auf Splice-Varianten, posttranslationale Modifikationen wie Glykosylierung oder Rezeptorassoziationen zurückzuführen sind.2 Hinweise verdichten sich zu der Annahme, dass Heterodimere der OR existieren und dass beispielsweise δ-κRezeptordimere identisch mit etwaigen postulierten Subtypen der δ- oder κRezeptoren sind.22 Untersuchungen legten ebenfalls ein Vorhandensein eines ε-Rezeptors nahe, dessen Existenz ebenfalls noch nicht bewiesen werden konnte. Erst kürzlich gelang es, mittels funktionellen [35S]GTPγS-Bindungsstudien nachzuweisen, dass es keine signifikante Restaktivität von Triple-Knockout-Mäusen gegenüber β-Endorphin gibt, welches mit hoher Affinität zum ε-Rezeptor eine [35S]GTPγSBindung stimulieren sollte. Demnach beinhaltet die ε-Bindungsstelle µ-, δ- und/ oder κ-Rezeptoren, welche möglicherweise über nicht-klassische G-Proteine gekoppelt sind.23 Zusammenfassend können gesichert vier verschiedene OR unterschieden werden: - µ-Rezeptor - κ-Rezeptor - δ-Rezeptor - ORL1-Rezeptor 9 Einleitung 1.1.2.2.2. Molekulare Pharmakologie Die Untersuchung der OR auf molekularer Ebene begann in den frühen neunziger Jahren mit der Klonierung des δ-Rezeptors der Maus durch die Arbeitsgruppen um Evans und Kieffer.24,25 Innerhalb weniger Jahre wurden ebenfalls die Rezeptorproteine des δ-Rezeptors der Ratte26, des µ-Rezeptors der Ratte27, der Maus28 und des κ-Rezeptor der Maus29, der Ratte30 und des Meerschweinchens31 geklont. Basierend auf Oligonukleotiden dieser Rezeptoren gelang es, auch die humanen Klone der µ-, κ-, δ-OR sowie des ORL1-Rezeptors zu erzeugen.18,32,33,34 Nachfolgend (s. Tab. 1 aus35,36) sind die Hauptmerkmale der OR zusammengefasst. µ-OR 6q24-25 (Mensch) κ-OR 8q11.12 (Mensch) δ-OR 1p34.3-36.1 (Mensch) ORL1-OR 20q13.2-13.3 (Mensch) 400 (Mensch) 398 (Ratte, Maus) 380 (Mensch, Ratte, Maus) 372 (Mensch, Ratte, Maus) 370 (Mensch) 367 (Ratte, Maus) Mögliche Glykosylierungsstellen 5 (Mensch, Ratte) 4 (Maus) 2 (Mensch, Ratte, Maus) 2 (Mensch, Ratte, Maus) 3 (Mensch) 4 (Ratte) Mögliche Palmitoylationsstelle 1 (Mensch, Ratte, Maus) 1 (Mensch, Ratte, Maus) 1 (Mensch, Ratte, Maus) 1 (Mensch, Ratte, Maus) Go/Gi/Gz/G15-16 Go/Gi/Gz/G16 Go/Gi/Gz/G16 Go/Gi/Gz/G16 Chromosomale Lokalisation Aminosäuren G-Protein Tab. 1 Hauptmerkmale der OR Alle vier Subtypen der OR gehören zu der Familie der Pertussistoxin-sensitiven G-Protein-gekoppelten Rezeptoren vom Rhodopsintyp. Sie besitzen sieben transmembranäre Domänen, welche vermutlich als α-Helices vorliegen. Der NTerminus befindet sich extrazellulär, der C-Terminus intrazellulär. Die transmembranären Domänen werden durch jeweils drei extra- und intrazelluläre Loops miteinander verbunden. (s. Abb. 4 aus35) 10 Einleitung N-Terminus Extrazellulär Intrazellulär C-Terminus Abb. 4 Schematische Darstellung des µ-Opioidrezeptors der Ratte Vergleicht man die Aminosäuresequenzen aller OR untereinander, so findet sich die größte Homologie innerhalb der intrazellulären Loops (IL) und der transmembranären Domänen (TM). Der Hauptunterschied der Rezeptoren besteht in der Sequenz der extrazellulären Loops (EL) und der terminalen Sequenzen. Durch Punktmutationsstudien konnten EL-II und EL-III als Determinanten für die Rezeptorselektivität ausgemacht werden.2 Betrachtet man die Sequenzen der TMs 2,3,7 und ILs 1,3, so liegt deren Konservierungsgrad bei über 70%. Im Gegensatz dazu findet man eine Übereinstimmung der Aminosäuresequenz der TM4 oder den ELs 2,3 in nur sechs, zwei oder einer Aminosäure entsprechend.37 Die Bindung eines Agonisten (first messenger) an einem OR führt zu einer weit reichenden und komplexen Signal Transduktion innerhalb der Zelle. Nach der Bindung des Agonisten kommt es zu einer Assoziation des G-Proteins, welches aus einer α- und einer β/γ-Untereinheit besteht, mit dem Rezeptor (B). Nachdem Guanosyldiphosphat (GDP) durch Guanosyltriphosphat (GTP) an der α-Einheit 11 Einleitung des G-Proteins ausgetauscht worden ist, kommt es zur Dissoziation der α-Einheit vom G-Protein-Rezeptor-Komplex (C). Diese aktivierte α-Einheit tritt in Wechselwirkung mit einem Ionenkanal oder mit einem Zielprotein bzw. -enzym zur Bildung eines weiteren Botenstoffs (second-messenger) (D). Nach erfolgter Spaltung von GTP zu GDP und Phosphat an der α-Einheit (E) kommt es zur Rekonstitution des G-Proteins (A). (s. Abb. 5 aus7) Abb. 5 Signaltransduktion von G-Protein gekoppelten Rezeptoren Es gibt mehrere verschiedene Mechanismen, welche durch die Aktivierung des G-Proteins ausgelöst werden können. Hauptsächlich sind inhibitorische Gi/GoProteine (s. Tab. 1) für die Inhibition der Adenylatcyclase (AC), für die Aktivierung von einwärts, gleichstellenden K+-Ionenkanälen und die Inhibierung spannungsabhängiger Ca2+-Ionenkanäle verantwortlich. Daraus resultiert eine Abnahme der Erregbarkeit der Plasmamembran und eine verringerte Ausschüttung von Neurotransmittern für die Übertragung von Schmerzreizen. Die Inhibierung der AC hat zudem weitere Konsequenzen auf die Transkription von 12 Einleitung Genen, die Aktivität von Phosphatasen und Kinasen. Neuere Befunde belegen eine Aktivierung von Phospholipase C (PLC), Proteinkinase C (PKC), G-ProteinRezeptor-Kinasen (GRK's), Dynamin 1 und der Mitogen-aktivierten Proteinkinase (MAPK). Diese Effektorsysteme spielen eine Rolle bei der Agonist-induzierten Phosphorylierung der OR. Dies scheint der erste Schritt der Desensibilisierung der OR zu sein, wenn auch nicht zwingend an die Inhibierung der AC gebunden. Durch langanhaltende und wiederholte Stimulation mit Agonisten kommt es, gesteuert durch Arrestine und GRKs, zu einer Internalisierung der OR durch Endocytose. Man konnte nachweisen, dass eine Internalisierung von µ- und δRezeptoren sogar notwendig für deren Resensibilisierung ist. Ebenso führt eine chronische Stimulation von OR zu deren "Down"-Regulation und zu einer MAPKvermittelten "Up"-Regulation der intrazellulären AC-Aktivität, welche ein Zeichen von Abhängigkeit auf zellulärer Ebene darstellt. Die Selektivität des Agonisten scheint ebenfalls eine wichtige Rolle dabei zu spielen, welche Mechanismen ausgelöst werden. Chronische Morphingabe führt in jedem Fall zu einer Desensibilisierung und "Down"-Regulation von µRezeptoren, induziert jedoch keine Internalisierung. Dies könnte eine Erklärung für das enorm hohe Toleranzphänomen dieser Alkaloide sein.36 1.1.2.2.3. Biologische Wirkungen und Nebenwirkungen Durch die Möglichkeit, jeden Opioidrezeptortyp individuell zu klonen und gezielt in Zellsystemen zu exprimieren, als auch die Entwicklung neuer immer selektiverer Liganden für jeden Subtyp, konnten gezielt für jeden Rezeptor pharmakologische Wirkungsprofile erstellt werden. 13 Einleitung µ-Rezeptor Der µ-Rezeptor besitzt eine vorherrschende Stellung unter den OR in Bezug auf die Schmerzunterdrückung. Diese Wirkkomponente von Opioiden wird hauptsächlich über diesen Rezeptor vermittelt. Danach reiht sich der κ-Rezeptor ein, wobei der δ-Rezeptor eine eher untergeordnete Rolle hinsichtlich der analgetischen Potenz spielt. Im Gegensatz dazu werden über den µ-Rezeptor jedoch auch die am meisten unerwünschten Wirkungen am stärksten vermittelt, wie Atemdepression, Obstipation, Sucht und Abhängigkeit, was anhand von µRezeptor knockout-Mäusen gezeigt werden konnte.38 κ-Rezeptor Durch Aktivierung von κ-Rezeptoren kann ebenfalls eine klinisch relevante Analgesie vermittelt werden. Diese ist zwar nicht so ausgeprägt, wie sie bei der Aktivierung von µ-Rezeptoren beobachtet werden kann, jedoch hält sich das Ausmaß der unerwünschten Nebenwirkungen in Grenzen. Hauptsächlich werden Sedierung und Diurese verursacht. Die schwerste Nebenwirkung, welche bislang nicht unter Kontrolle gebracht werden konnte, ist die massive Auslösung von Dysphorie, psychischen Störungen wie Halluzinationen und räumliche Orientierungslosigkeit durch Aktivierung von κ-Rezeptoren im limbischen System. Eine weitere Bedeutung kommt den ausschließlich peripher wirkenden κ-Rezeptoragonisten zu, in Bezug auf deren periphere, antihyperalgetische und antiinflammatorische Wirkkomponente.39 δ-Rezeptor Teilweise wird einigen Liganden für den δ-Rezeptor analgetische Potenz nachgesagt. Sie ist jedoch noch schwächer ausgeprägt, als sie Liganden für den κRezeptor besitzen. Oftmals haben selektive δ-Rezeptoragonisten auch eine agonistische µ-Komponente, über die der analgetische Effekt vermittelt wird. Im Fall des δ-selektiven SNC-80 war der Metabolit BW373U86 (s. Abb. 6), eine µselektive Verbindung, für den vormals beobachteten analgetischen Effekt verantwortlich. Sicher jedoch ist, dass δ-selektive Agonisten durch eine Art 14 Einleitung "cross-talk" zwischen µ- und δ-Rezeptoren den analgetischen Effekt von µAgonisten verstärken können, auch wenn diese in subanalgetischen Dosen verabreicht wurden. Im Übrigen existiert eine Reihe CH3 von Hypothesen, die dem δ-Rezeptor eine Be- N N O sprechen, welche sich allerdings noch im ex- N H3C teiligung an einer Vielzahl von Wirkungen zuperimentellen H Stadium befinden wie z.B. anti- depressive, antikonvulsive Aktivität. Ebenso wird eine OR BW373U86 (R = H) SNC-80 (R = CH3) Abb. 6 Beteiligung von δ-Rezeptoren bei der Behandlung von Entzugserscheinungen bei Alkoholkonsum nicht ausgeschlossen.40 ORL1-Rezeptor Über die Wirkungen dieses Rezeptors ist noch nicht viel bekannt, da es an selektiven nicht-peptidischen Liganden fehlt. Auf supraspinaler Ebene kommt es durch gezielte Applikation des endogenen Liganden Nociceptin zu einer pronozizeptiven Wirkung. Bei spinaler Applikation konnten antinozizeptive Effekte beobachtet werden. Neben weiteren zentralen Effekten, wie der hemmende Einfluss auf Belohnungsmechanismen bei Ethanol- oder Kokainkonsum von Mäusen oder der Hemmung von Lernmechanismen bei räumlicher Orientierung, scheint ein wichtiger Aspekt die Auslösung der Anxiolyse bei zentraler Applikation von Nociceptin zu sein, die mindestens ebenbürtig der bei Benzodiazepingabe zu sein scheint. Betrachtet man die vegetativen Effekte, so werden vor allem Bradykardie, Hypotension und Diurese über diesen Rezeptor ausgelöst.41 15 Einleitung 1.1.3. Subtypspezifische Liganden 1.1.3.1. Endogene Liganden Bis heute ist eine Vielzahl an endogenen peptidischen Liganden für das endogene opioide System bekannt. Es wurden sowohl verschiedene opioide Peptide identifiziert, die in zu erwartender Weise Einfluss auf die Hemmung von Schmerzen nehmen, jedoch aber auch sogenannte anti-opioide Peptide, die deren Wirkung wenn nicht antagonisieren, aber modulieren können. Zu ihnen gehören bislang das Cholecystokinin (CCK), Neuropeptid FF (NPFF) und Peptide der Melanocyte-inhibiting-factor-Familie (MIF). Die endogenen opioiden Peptide werden in ihrer biosynthetischen Herkunft unterschieden. Es existieren drei wichtige endogene Präkursoren, aus denen unter anderem die opioiden Peptide mittels Proteasen und Konvertasen gespalten werden, das Proopiomelanocortin (POMC), das Proenkephalin A (PA) und das Prodynorphin (PD), welches auch Proenkephalin B genannt wird.42 Zusätzlich ist das Präkursorprotein für das Nociceptin bekannt, welches Prepro-OFQ/N (ppOFQ/N) genannt wird.41 Aminosäuresequenz Präkursor Peptid POMC β-Endorphin Selektivität µ=δ PA Met-Enkephalin Leu-Enkephalin Metorphamid δ>µ δ>µ µ>>δ> κ (NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Met(COOH) (NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Leu(COOH) (NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Met-Arg-Arg-Val(CONH2) PD Dynorphin A (1-17) κ>>µ,δ Dynorphin B (1-13) κ>>µ,δ α-Neoendorphin κ>>µ,δ (NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Leu-Arg-Arg-Ile-Arg-ProLys-Leu-Lys-Trp-Asp-Asn-Gln(COOH) (NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Leu-Arg-Arg-Gln-PheLys-Val-Val-Thr(COOH) (NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Leu-Arg-Lys-Tyr-ProLys(COOH) ppOFQ/N Nociceptin ORL1 Proendomorphin* Endomorphin-1 Endomorphin-2 µ µ Tab. 2 Übersicht Endogene Peptide aus 43 16 (NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Met-Thr-Ser-Glu-LysSer-Gln-Thr-Pro-Leu-Val-Thr-Leu-Phe-Lys-AsnAla-Ile-Ile-Lys-Asn-Ala-Tyr-Lys-Lys-Gly-Glu (COOH) (NH2)Phe-Gly-Gly-Phe-Thr-Gly-Ala-Arg-LysSer-Ala-Arg-Lys-Leu-Ala-Asn-Gln(COOH) (NH2)Tyr-Pro-Trp-Phe(CONH2) (NH2)Tyr-Pro-Phe-Phe(CONH2) * bisher nur postuliert Einleitung 1.1.3.1.1. POMC-Gruppe Das POMC-Gen wird hauptsächlich im Hypophysenvorderlappen und im ZNS exprimiert. POMC wird von Neuronen im Nucleus arcuatus des Hypothalamus und im Stammhirn (Nucleus tractus solitarius) synthetisiert. Es kann aber auch in Immunzellen in entzündetem Gewebe exprimiert werden. Unter Beteiligung der Proteinkonvertasen PC1 und PC2 wird im Mittelhirn und ZNS das β-Endorphin (1-31) aus dem POMC abgespalten, welches dann weiter in das β-Endorphin (1-27) (δ-Endorphin) oder das β-Endorphin (1-26) zerlegt wird. Allen opioiden Peptiden der POMC-Gruppe gemeinsam ist die N-terminale Met-Enkephalinsequenz.42 1.1.3.1.2. PA-Gruppe PA wird hauptsächlich im Nebennierenmark und im ZNS gebildet. PA-bildende Neuronen sind zahlreich und weit verbreitet. Man findet sie unter anderem im Corpus striatum, im Cortex, Hippocampus, in thalamischen Nuclei, in der Substantia grisea (zentrales Höhlengrau) und Cornu dorsale (Hinterhorn) des Rückenmarks. Eine große Anzahl an opioiden Peptiden kann aus diesem Präkursor abgespalten werden. Die wichtigsten sind Met- und Leu-Enkephaline, ein Octapeptid: Met-Enkephalin-Arg-Gly-Leu, ein Heptapeptid: Met-EnkephalinArg-Phe und Metorphamid (Adrenorphin).42 1.1.3.1.3. PD-Gruppe PD wird hauptsächlich in der Nebenniere, im ZNS und im Hypophysenvorderlappen biosynthetisiert. PD-synthetisierende Neuronen sind ähnlich häufig und ähnlich weit verbreitet im ZNS wie die PA-bildenden Neuronen. In einigen Neuronen in den Raphékernen oder im Hinterhorn des Rückenmarks werden sogar beide Präkursoren gebildet. Die Hauptspaltprodukte aus PD sind längerkettige Peptide, ausgenommen das Leu-Enkephalin, welches in der Substantia nigra sogar zum Teil direkt aus PD hervorgehen kann: α- 17 Einleitung Neoendorphin, β-Neoendorphin, Dynorphin (1-32), daraus abgeleitet die Dynorphine A und B, welche sich weiter unterteilen lassen in Dynorphin A (1-17), Dynorphin A (1-8), Dynorphin B (1-29), Dynorphin B (1-13). Gemeinsam in der Struktur dieser Peptide ist die N-terminale Leu-Enkephalinsequenz.42 1.1.3.1.4. ppOFQ/N-Gruppe Der ppOFQ/N-Präkursor wird größtenteils im Vorderhirn, Hypothalamus, Amygdala, Hippocampus, Thalamus als auch in Vorder- und Hinterhorn des Rückenmarks gebildet. Nociceptin, ein Heptadecapeptid, ist das bislang am besten untersuchte Spaltprodukt. Weitere Spaltprodukte sind das Nocistatin, über das noch wenig bekannt ist, aber möglicherweise analgetische Potenz besitzt, die jedoch über einen bisher unbekannten Rezeptor vermittelt wird, oder aber das Nociceptin-II (OFQ2/NocII), welches analog zu Dynorpin A und B direkt nach Nociceptin im Präkursor lokalisiert ist. Nociceptin-II scheint nach zentraler Applikation aktiv zu sein, und könnte physiologisch relevant sein.41 1.1.3.1.5. Pro-Endomorphin-Gruppe Wenngleich die Endomorphine 1 und 2 bereits Mitte der Neunziger Jahre entdeckt wurden, ist das Präkursorpeptid, aus dem sie gebildet werden, immer noch nicht bekannt. Die Endomorphine sind kurze aus nur vier Aminosäuren bestehende Oligopeptide, deren C-terminus amidiert ist. Man findet sie hauptsächlich im Thalamus, Hypothalamus, Striatum und im vorderen Cortex. Es sind die ersten endogenen Peptide, die entdeckt wurden, die eine Affinität zum µRezeptor im subnanomolaren Bereich aufweisen und eine 10000-fache Selektivität gegenüber den δ- und κ-Rezeptoren aufweisen.44 18 Einleitung 1.1.3.2. Synthetische Liganden 1.1.3.2.1. µ-Rezeptor-Liganden Da die analgetische Wirkung der Opioide hauptsächlich über µ-Rezeptoren vermittelt wird, wurde auch auf dem Gebiet der µ-Rezeptor-Liganden am nachhaltigsten und längsten geforscht, um neue wirksamere und nebenwirkungsärmere Substanzen zu synthetisieren. Die ersten Versuche führten zu der Entwicklung von Heroin durch zweifache Acetylierung von Morphin.45 Abgeleitet vom Grundgerüst des Morphins wurden zahlreiche Verbindungen synthetisiert, von denen auch heute noch einige klinische Relevanz besitzen (s. Abb. 7), wie z.B. Hydromorphon (Dilaudid®), Oxycodon (Oxygesic®), Hydrocodon (Dicodid®), Buprenorphin (Temgesic®). OR H3C OH O O H3C N N OH O O Oxycodon Hydromorphon (R=H) Hydrocodon (R=CH3) OH O N OCH3 H H3C H3C OH CH3 CH3 Buprenorphin Abb. 7 Vom Morphingrundgerüst abgeleitete Opioide 19 Einleitung Lange wurde auch versucht Morphin totalsynthetisch herzustellen. Dabei stieß man auf einfachere vom Morphingrundgerüst abgeleitete Strukturen, auf die Morphinane und Benzomorphane. Als Hauptvertreter der Morphinangruppe seien das Levorphanol, das Butorphanol und das Dextromethorphan genannt (s. Abb. OH OR 8), welches heute noch als Antitussivum zum Einsatz H3C kommt (Wick MediNait®). Als N N die analgetische Wirksam- HO keit von Levorphanol er- Butorphanol Levorphanol (R=H) Dextromethorphan (R=CH3) kannt wurde, führte dies zu der Entdeckung, dass nicht Abb. 8 Opioide mit Morphinangrundgerüst das komplette Grundgerüst von Morphin essenziell für die analgetische Potenz ist. Die Benzomorphane mit der Leitsubstanz Phenazocin werden im Kapitel über κ-Rezeptor-Liganden näher besprochen. Mit der Synthese von Pethidin46 gelang erstmals die Totalsynthese eines vollsynthetischen Opioids. Ursprünglich war Pethidin als Spasmolytikum gedacht, was an der strukturellen Ähnlichkeit zu Atropin leicht ersichtlich ist (s. Abb. 9). H3C N H3C H O Bei näherer Betrachtung N lässt sich jedoch auch bei OH den Opioiden der PethidinEtO O O Atropin Gruppe (4-Arylpiperidine) die Morphinteilstruktur er- Pethidin Abb. 9 Strukturähnlichkeit zwischen Atropin und Pethidin sehen. Der einzige Vertreter dieser Gruppe, der noch klinische Anwendung besitzt, ist das Pethidin (Dolantin®) selbst. Obwohl unzählige 4-Arylpiperidine synthetisiert wurden, konnte keine Substanz gefunden werden, welche sich im Wirkprofil dem Morphin überlegen erwies. Strukturelle Verwandtschaft mit den Opioiden der Pethidin-Gruppe weisen die Substanzen der Methadongruppe auf, welche nach der ersten in die klinische Praxis eingeführten Verbindung Methadon benannt wurde. Methadon ist ein Racemat, von dem nur das L-Enantiomer (Levomethadon) signifikante 20 Einleitung analgetische Potenz besitzt. Es zeichnet sich bei oraler Applikation durch eine längere Wirksamkeit aus als Morphin und verfügt über ein milderes, wenn auch länger anhaltendes Entzugssyndrom. Es wird demzufolge heute noch zur Substitutionsbehandlung bei Opiatabhängigkeit eingesetzt (L-Polamidon®). Aus dieser Gruppe an Verbindungen ging auch das Loperamid (Imodium®) hervor, welches nicht ZNS-gängig ist und bis heute bei akuter Diarrhö verwendet wird.47 CH3 CH3 H3C N H3C N N CH3 CH3 O O OH Levomethadon Loperamid Abb. 10 Vertreter der Methadon-Gruppe Die ersten Verbindungen, die keine exakte dem Morphingrundgerüst entsprechende Partialstruktur aufweisen, sind die Opioide der Fentanyl-Gruppe (4Anilidopriperidine). Durch eine Erweiterung mit einer 4-Anilidogruppe am Piperidinring beträgt die Entfernung vom basischen Stickstoff zum aromatischen Ring vier statt drei Atome. Zu dieser Gruppe gehören die am stärksten wirksamen nicht-peptidischen Opioide, die selektiv für den µ-Rezeptor sind. So ist z.B. Fentanyl (Durogesic®) ca. 100-200mal wirksamer als Morphin, Sufentanil (Sufenta®) sogar bis zu 1000mal. Zusätzlich zur starken Analgesie dieser Substanzen kommt auch eine starke Sedierungs-Komponente hinzu, weshalb diese Verbindungen hauptsächlich zur Narkoseeinleitung und zur Analgesie bei chirurgischen Eingriffen verwendet werden. Eine Besonderheit stellt das Remifentanil (Ultiva®) dar, das aufgrund seiner Esterpartialstruktur schnell von unspezifischen Esterasen im Blut gespalten wird, und demzufolge nur eine Wirkdauer von einigen Minuten aufweist, da die freie Carbonsäure die Blut-HirnSchranke nicht mehr penetrieren kann.48 21 Einleitung H N N O H3CO O H3CO O N N CH3 O CH3 Remifentanil Fentanyl H3CO N N S CH3 O Sufentanil Abb. 11 Vertreter der Fentanyl-Gruppe Eine besondere Stellung nimmt die Substanz Tramadol ein. Strukturell weist sie zwar eine gewisse Ähnlichkeit zur Methadongruppe auf, besitzt sie ebenfalls eine Morphinpartialstruktur. Sie gehört jedoch aus pharmakologischer Sicht nicht zu den reinen Opioiden. Tramadol wirkt als Agonist selektiv am µ-Rezeptor, verhindert aber auch eine Noradrenalin- und Serotoninwiederaufnahme auf spinaler Ebene. Beide Effekte führen kombiniert zu einer ausgesprochen guten Analgesie bei sehr geringem Nebenwirkungspotential, wesOR RO halb Tramadol auch nicht als Betäubungsmittel im Handel H3C H OH HO H CH3 N N CH3 CH3 (-)-(S,S)-Tramadol (R=CH3) (-)-(S,S)-M1 (R=H) (+)-(R,R)-Tramadol (R=CH3) (+)-(R,R)-M1 (R=H) ist. Tramadol (Tramal®) wird als Racemat in der cis-Form eingesetzt. Tramadol wird an der phenolischen OH-Gruppe im Körper demethyliert, wo- Abb. 12 Tramadol und seine Metabolite durch man es mit zwei Enantiomerenpaaren zu tun hat. Alle Diastereomeren besitzen hohe Affinität zum µ-Rezeptor bis auf das (-)-(R,R)-Tramadol. Jedoch ist (-)-(R,R)-Tramadol als auch sein Desmethylmetabolit (-)-M1 (s. Abb. 12) hauptsächlich für die 22 Einleitung Hemmung der Wiederaufnahme von Noradrenalin und Serotonin ver- antwortlich.47 Nachfolgend sind nochmals die verschiedenen Gruppen der µ-RezeptorLiganden und ihre strukturelle Verwandschaft zum Morphingrundgerüst dargestellt (s. Abb. 13). OH H3C O N N N OH Morphin Morphinane N Benzomorphane N N O 4-Arylpiperidine (Pethidingruppe) R 4-Anilidopiperidine (Fentanylgruppe) N 3,3-Diphenylpropylamine (Methadongruppe) Abb. 13 Strukturelle Ableitung der µ-Rezeptorliganden von Morphin 23 Einleitung 1.1.3.2.2. δ-Rezeptor-Liganden Der erste selektive nicht-peptidische Ligand, welcher für den δ-Rezeptor synthetisiert wurde, ist das Naltrindol (NTI), das von Portoghese unter Anwendung des Message-AddressConcept (MAC) auf Leu-Enkephalin O NH2 H N O O entwickelt selbst wurde ursprünglich von O Schwyzer postuliert50 und beruht X auf der Annahme, dass es für Leu-Enkephalin (X=Leu) Met-Enkephalin (X=Met) OH Modell, wurde (s. Abb. 14).49 Das MAC H N N H als δ-Address Liganden einer Rezeptorklasse, wie den OR, ein Strukturmerkmal Opioid-Message typisches gibt, welches diese Klasse erkennen (MesN sage) OH kann. Darüber hinaus determinieren spezielle Strukturelemente (Address) die Affinität N H dieser O Liganden für den je- weiligen Subtyp. Ausgehend von OH NTI, welches sich als potenter δ- Naltrindol (NTI) Abb. 14 Ableitung von NTI von X-Enkephalin Rezeptor-Antagonist hatte, wurden erwiesen weitere noch selektivere Substanzen mit noch höherer Affinität synthetisiert, allesamt Antagonisten, welche jedoch bislang keinen klinischen Nutzen haben. Zu nennen wären Naltriben (NTB), Naltrindol-5'-isothiocyanat (5'NTII) und 7-Benzylidennaltrexon (BNTX), welche sich als gute Hilfssubstanzen bei der pharmakologischen Charakterisierung des δ-Rezeptors erwiesen haben. Ausgehend von diesen Substanzen wurden durch Struktur-Wirkungs-Beziehungen (SAR) selektive δ-Rezeptoragonisten vom Spiroindanyl-oxymorphon- (SIOM) und Perhydroisochinolintyp ((-)-TAN67) entwickelt, welche mit subnanomolarer Affinität binden. Interessant sind auch die Diphenylmethylpiperazinderivate 24 Einleitung SNC80 und BW373U86, welche mit nanomolarer Affinität zum δ-Rezeptor binden. Letzteres besitzt jedoch auch eine ausgeprägte Affinität zum µ-Rezeptor und stellt ebenfalls einen Metaboliten von SNC80 dar, worauf die Beurteilung hinsichtlich ihrer analgetischen Aktivität schwer fällt. Aufgrund des Wirkprofils von δ-Agonisten werden mittlerweile auch Liganden mit µ-/δ-Selektivität entwickelt (DPI-3290).2,51,52 N CH3 H3C OH H N N O O OH OH SIOM (-)-TAN67 R CH3 3 N N R 2 O N H3C H O R 1 (+/-)-BW373U86 (R1=H; R2,R3=C2H5) (+)-SNC-80 (R1=CH3; R2,R3=C2H5) DPI-3290 (R1=H; R2=3-F-Phenyl; R3=CH3) Abb. 15 δ-Rezeptor-Agonisten 1.1.3.2.3. ORL1-Rezeptorliganden Bislang sind noch wenige selektive, nicht-peptidische ORL1-Rezeptorliganden bekannt. Die wenigen, die bekannt sind, gehören hauptsächlich zwei Gruppen an, den 4-Benzimidazopiperidinen und den 4-Spiropiperidinen. Zusätzlich gibt es einige interessante Verbindungen, aus der Gruppe der Arylpiperidine, S1 und S2 bezeichnet, welche mit nieder- bis subnanomolarer Affinität als Agonisten am ORL1-Rezeptor binden. Der ORL1-Agonist mit der höchsten Selektivität und 25 Einleitung Affinität ist bis heute das Ro 64-6198, das zur Gruppe der 4-Spiropiperidine zählt. Es bindet mit Ki=0.39nM am ORL1-Rezeptor und ist um den Faktor 100200 selektiver gegenüber µ- und κ-Rezeptoren, zum δ-Rezeptor sogar um den Faktor 4000. Der bislang beste Antagonist am ORL1-Rezeptor, das J-113397 ist gleichzeitig die allererste selektive, nicht-peptidische Verbindung, die für diesen Rezeptor entdeckt wurde, und gehört zur Gruppe der 4-Benzimidazopiperidine. Ob diese Verbindungen klinische Relevanz besitzen, ist derzeit noch unklar, Ro 64-6198 ist jedoch ein hoffnungsvoller Kandidat der als Anxiolytikum in Augenhöhe mit den Benzodiazepinen steht.53 Unser Arbeitskreis beschäftigt sich ebenfalls seit geraumer Zeit mit der Synthese neuer selektiver Liganden für den ORL1-Rezeptor auf der Basis von 4-Spiro-1-aryl-2,6-dialkyl-piperidinen. CH3 H N N N O N O N HO R HO N R 1 N R 2 1 H Ro 64-6198 J-113397 S1 (R1=H; R2=H) S2 (R1=Cl; R2=CH2NH2) Abb. 16 ORL1-Rezeptor-Liganden 1.1.3.2.4. κ-Rezeptor-Liganden Die Vertreter der Benzomorphane waren die ersten bekannten selektiven Agonisten am κ-Rezeptor, allen voran das Ketocyclazocin, welches zugleich der Namensgeber für diesen Opioidrezeptor war.13 Einige Substanzen dieser Gruppe wie das Pentazocin und Dezocin waren jedoch nicht selektiv genug, agierten sie doch ebenfalls als partielle Agonisten am µ-Rezeptor. Mit der Entdeckung des κAgonisten U-50488,54 ein Arylacetamid, das in Bezug auf Rezeptorselektivität 26 Einleitung und -affinität neue Maßstäbe setzte, wurde eine Unzahl an Verbindungen dieses Typs synthetisiert.39 Hervorzuheben ist das ICI-199441, welches eine subnanomolare Affinität zum κ-Rezeptor bei ca. 1000-facher Selektivität gegenüber µ- und δ-Rezeptoren aufweist.55 Da immer selektivere κ-Agonisten ihr eigenes Nebenwirkungsprofil zu erkennen gaben, wurde versucht Substanzen herzustellen, welche ausschließlich peripher agieren sollten. Neben früheren Vertretern wie Asimadolin oder Fedotozin, welches jedoch nicht zur Gruppe der Arylacetamide gehört, wurden erst kürzlich neue peripher wirkende 1H-2,3,6,7Tetrahydroazepin-2-one synthetisiert, welche sich von ICI-199441 ableiten.55 Eine ebenfalls interessante Struktur ließ sich erst kürzlich aus Salvia divinorum (Lamiaceae) isolieren, das Salvinorin A.56 Es ist der erste und einzige κ-Agonist, der keinen Stickstoff im Molekül trägt. Klinische Relevanz besitzt bisher nur das TRK-820 (Nalfurafin), nachdem sich Fedotozin in klinischen Studien nicht bewähren konnte.57 Nalfurafin ist ein Morphinanderivat, welches sich von Norbinaltorphimin, einem selektiven κ-Antagonist, ableitet, das ursprünglich von Portoghese gemäß dem MAC entwickelt wurde.58 Nalfurafin ist zur Behandlung von Pruritus indiziert und wird 2005 am Markt erwartet.59 Strukturell ungewöhnlich ist die N-Cyclopropylkette, welche normalerweise einen Antagonisten auszeichnet. Eine viel versprechende Substanzklasse sind zweifellos auch die 1,4-Benzodiazepine. Es existiert eine Reihe von Verbindungen dieses Typs mit nanomolarer Affinität zum κ-Rezeptor, die sich von Tifluadom herleiten.60 Eine neue und strukturell völlig andere Klasse an selektiven κ-RezeptorLiganden sind die 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredieester, die im Zusammenhang mit ihrer analgetischen Wirksamkeit erstmals von Holzgrabe und Mitarbeitern entdeckt wurden.61,62 Der Hauptvertreter dieser Verbindungsklasse ist das HZ2, welches mit sehr hoher Affinität und Selektivität am κ-Rezeptor als Agonist bindet. HZ2 wurde ausführlich hinsichtlich der Stereochemie und des pharmakologischen Wirkprofils beschrieben.63 Die Substanz besitzt eine gute orale Bioverfügbarkeit und eine geringe Plasmaproteinbindung von ca. 20% und zeichnet sich durch eine ungewöhnlich lange Wirkdauer von bis zu 7h nach i.v. Applikation aus. 27 Einleitung Cl O Cl N CH3 N Cl O Cl N N Cl N N CH3 U-50488 Cl O ICI-199441 1H-2,3,6,7-Tetrahydroazepin-2-on O HO N O O CH3 N CH3 N CH3 H3C OCH3 OCH3 CH3 N HO H CH3 O OCH3 H3CO Fedotozin OH H CH3 O Asimadolin O O Salvinorin A N N OH O N N H O O HO OH O CH3 O OH Norbinaltorphimin Nalfurafin O H3C N H N O S H3COOC N F Tifluadom Abb. 17 Selektive κ-Rezeptor-Liganden 28 COOCH3 N H3C N N HZ2 N CH3 O O Einleitung Wie jedoch bei allen ZNS-gängigen κ-Agonisten üblich, verursacht HZ2 ebenfalls Diurese und eine ungewöhnlich ausgeprägte, dosisunabhängige Emesis. Aufgrund der hohen Rigidität des Diazabicyclus' und der hohen Affinität von HZ2 zum κ-Rezeptor eignen sich die Diazabicyclononanone als Modellsubstanzen zur Untersuchung von Struktur-Wirkungs-Beziehungen von κ-Rezeptor-Liganden. Durch Konformationsanalyse von verschiedenen Arylacetamiden und Diazabicyclononanonen konnte ein Pharmakophormodell für diese Substanzklassen postuliert werden. Für die aktive Konformation O N H3C R 4 + N 7 N 2 der bicyclischen Verbindungen (s. Abb. 18) gilt H 9 R CH3 N demnach, dass das bicyclische Ringsystem in einer Sessel-Wanne Konformation vorliegt, und der protonierte Stickstoff N7-H parallel zur 3 Carbonylgruppe an C9 ausgerichtet ist und das R=COOCH3 Abb. 18 Aktive Konformation von HZ2 gesamte System in Verbindung zu einem aromatischen Ring steht. Ein zweiter Aromat im Abstand von 8Å (gemessen zwischen den Mittelpunkten) zum Ersten scheint die Affinität zum κ-Rezeptor zu erhöhen.64 Augenscheinlich bieten Verbindungen vom Typ des HZ2 eine Vielzahl an Möglichkeiten zu strukturellen Modifikationen. Innerhalb unseres Arbeitskreises wurden sowohl Variationen der Substituenten an N3, N7 und der Aromaten an Position 2 und 4 durchgeführt als auch quarternäre Verbindungen durch N7-Alkylierung synthetisiert.65,66,67,68 Bis auf das m-F-Phenyl-substituierte Analogon (3FLB) von HZ2, welches mit ähnlich guter Affinität bindet, waren alle bislang synthetisierten Derivate inaktiv. 29 Einleitung 1.2. Katalysatoren Definition: Katalysatoren sind Stoffe, welche die Aktivierungsenergie einer chemischen Reaktion absenken, so dass diese kleiner ist als bei der unkatalysierten Reaktion. Der Katalysator wird in substöchiometrischen Mengen eingesetzt und bindet Reaktanden oder Substrate, ermöglicht deren chemische Reaktion und geht unverändert daraus wieder hervor. In der Regel verändern Katalysatoren lediglich die Geschwindigkeit einer chemischen Reaktion nicht jedoch ihren Gleichgewichtszustand.69 Man unterscheidet Katalysatoren hinsichtlich ihres Aggregatzustandes in homogene und heterogene Katalysatoren. Homogene Katalysatoren besitzen den gleichen Aggregatzustand wie das Reaktionsmedium der chemischen Reaktion (lösliche Komplexe), heterogene Katalysatoren einen anderen (Palladium auf Kohle).69 1.2.1. Bispidon-Übergangsmetall-Komplexe 9-Oxo-2,4-di-(2-pyridyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäureester, im Folgenden als Bispidone bezeichnet, bilden mit sechsfach-koordinierenden Übergangsmetallen stabile Chelatkomplexe der allgemeinen Formel [M(L)(X)(Y)]n+, wobei M das Metallion, L den Bispidonligand, und X und Y Koliganden bezeichnen.70 Die Geometrie dieser Chelate entspricht der eines Oktaeders mit dem Metallion als Zentralatom. Beide Koliganden und die DonorStickstoffe N3 und N7 bilden zusammen mit dem Zentralatom eine Ebene, wobei die Achse, welche aus beiden Donor-Pyridinstickstoffen und Zentralatom gebildet wird, leicht verzerrt ist. Auffallend hierbei sind die Bindungslängen der Koliganden. Während die Bindung M-X, welche trans zu N7 steht länger und damit stärker ist, als die Bindung M-Y, welche trans zu N3 steht. Fünffach-koordinierende Metallatome bilden Chelate der allgemeinen Formel [M(L)(X)]n+, welche eine quadratisch-pyramidale Geometrie bevorzugen. Dabei 30 Einleitung bildet der Donor-Stickstoff N7 die Spitze der Pyramide, beide Donor-Pyridinstickstoffe, Donorstickstoff N3, Koligand X und das Zentralatom die Ebene (s. Abb. 19).71,72 7 3 3 N N Py 7 N Py N Py Py M M X n+ Chelatkomplex [M(L)(X)] mit quadratisch-pyramidaler Geometrie X Y n+ Chelatkomplex [M(L)(X)(Y)] mit oktaedrischer Geometrie Abb. 19 Geometrie der Bispidon-Chelat-Komplexe Das Bispidon-Grundgerüst ist derart rigide, dass zur Organisation dieser Chelate nur um die Bindungen C2-N3 und C4-N3 rotiert werden kann und damit o.g. Geometrien bevorzugt werden. Die oktaedrische Geometrie konnte erstmals experimentell bei Kobalt(II)-Bispidon-Komplexen durch Röntgenstrukturanalyse belegt werden.73 Zahlreiche weitere Bispidon-Übergangsmetall-Komplexe mit Cu(I), Cu(II), Fe(II), Mn(II), Co(II), Zn(II), Cr(III) als Zentralatome wurden synthetisiert und deren Geometrie ebenfalls mittels Röntgenstrukturanalyse belegt.71,73,74,75,76, 77,78 1.2.2. Bispidon-Übergangsmetall-Komplexe als Katalysatoren Die Aktivierung von molekularem Sauerstoff durch Biokatalysatoren spielt in der Natur eine große Rolle. Zum einen können Kupfer- oder Eisen-haltige Proteine Sauerstoff reversibel binden, um ihn dadurch ins benötigte Gewebe zu transportieren.77,79 Als Beispiele hierfür können Hämoglobin, Myoglobin oder Hämocyanin genannt werden. Zum anderen sind derartige Proteine in der Lage molekularen Sauerstoff dadurch zu aktivieren, dass Elektronen vom reduzierten Metallkation auf den Sauerstoff übertragen werden. Dazu zählen Tyrosinase, Catecholdioxygenase oder Cytochrom P450.77,79 Es gibt eine Vielzahl an unter- 31 Einleitung schiedlichen Bindungsmodellen für die Bindung von Sauerstoff an komplexierte Übergangsmetalle. Mono-, di-, tri-, und sogar tetranukleare Metallkomplexe sind denkbar. Hämocyanin und Tyrosinase besitzen zwei Kupfer(I)-Zentren zwischen denen Sauerstoff in einem [Cu2(µ-η2:η2-O2)]2+-Komplex (s. Abb. 20 (1) nach79) His His O His Cu Cu His O His His (1) [Cu2 (µ-η2:η2-O 2+ 2)] O Cu Cu O Cu O O Cu (2) (3) [Cu2(µ-O)2]2+ [Cu2(µ-O)2]2+ Abb. 20 Komplexierungsvarianten von Sauerstoff zwischen dinuklearen Kupferzentren gebunden wird. Verschiedene Modelle mit synthetischen Komplexliganden zeigen auf, dass andere Bindungsmodelle von Sauerstoff möglich und relevant sein können. Durch Bindung von Sauerstoff an Bispidon-Kupfer(I)-Komplexe konnten End-on-(µ-peroxo)-Kupfer(II)-Komplexe [{Cu(L)}2(µ-O2)] 2+ der allgemeinen Formel (s. Abb. 20 (3)) synthetisiert werden. Basierend auf "Molecular- Mechanics"-Berechnungen mittels MOMEC® konnte ein Modell der stabilsten Konformation ermittelt werden, bei welchem die Cu-O-Bindung trans zur Cu-N7Bindung bei quadratisch-pyramidaler Geometrie der [Cu(L)]-Fragmente ausgerichtet ist.77 Im Fall von Eisen(III) als Zentralatom konnte durch DFT-Berechnungen eines Komplexes der Formel [Fe(η2-O2)(L)]+ eine siebenfach-koordinierende Geometrie als stabilste Konformation ermittelt werden. Die Besonderheit des Liganden L hierbei ist ein weiterer Picolylsubstituent (Pic) an N3 oder N7, welcher als Donor fungiert. Im Fall von [Fe(η2-O2)(L-N3-Pic)]+ ist die Peroxogruppe coplanar zur Ebene, gebildet aus den beiden Donor-Pyridinstickstoffen, dem Donorstickstoff N3 und dem zentralen Fe(III)-Zentrum, angeordnet. Das [Fe(L-N3-Pic)]-Fragment besitzt hierbei quadratisch-pyramidale Geometrie mit N3 als Spitze. Die Peroxogruppe im [Fe(η2-O2)(L-N7-Pic)]+-Komplex hingegen ist coplanar zur Ebene aus Eisen(III) und den Donorstickstoffen N3 und N7 ausgerichtet, wobei das [Fe(L-N7-Pic)]-Fragment ebenfalls in quadratisch-pyramidaler Geometrie mit N7 als Spitze vorliegt. Ein wesentlicher Unterschied dieser beiden Komplexe 32 Einleitung besteht bezüglich der Fe-O-Bindung, die beim [Fe(η2-O2)(L-N3-Pic)]+-Komplex wesentlich stärker zu sein scheint und damit die O-O-Bindung abschwächt, was bei der Übertragung von Sauerstoff auf das Zielmolekül nützlich sein könnte. Da es aber zu diesen Komplexen noch keine Röntgenstrukturdaten gibt, ist der genaue Mechanismus von Oxidationsreaktionen mit Bispidon-ÜbergangsmetallKomplexen als Katalysatoren weiterhin noch unklar.72,78 1.2.3. Wie Anwendung von Bispidon-Übergangsmetall-Komplexen bereits angedeutet, könnten Bispidon-Übergangsmetallkomplexe als Sauerstoffcarrier oder als Katalysatoren bei Oxidationsreaktionen eingesetzt werden.79,80 Katalysatoren dieser Art könnten eine Rolle bei der kontrollierten, selektiven Oxidation von petrochemischen Rohstoffen spielen, oder sich generell als nützlich in Bezug auf Oxidationen unter milden Bedingungen in der organischen Synthese erweisen.81 Eine spezielle Art der Anwendung könnte darin bestehen, derartige Katalysatoren bei der oxidativen Bleichung von Textilien einzusetzen. Kleine Mengen dieser Katalysatoren könnten die sonst üblichen großen Zusätze an Wasserstoffperoxid, Natriumpercarbonat oder Natriumperborat ersetzen.82,83 33 Einleitung 2. Zielsetzung und Motivation 2.1. Opioidliganden Übergeordnetes Ziel dieser Arbeit war die Synthese von hydrophilen und potenten κ-Rezeptor-Liganden mit agonistischer Aktivität, welche bevorzugt peripher wirken sollten, auf der Basis der 3,7-Diazabicyclo[3.3.1]nonanGrundstruktur. Als Leitsubstanzen wurden die bislang aktivsten Vertreter dieser Klasse, das HZ2 und das 3FLB, herangezogen. Die bisher durchgeführten Strukturvariationen zeigen, dass selbst geringe Veränderungen der Substituenten von N3, N7 und der Carbonsäureester hin zu größeren Resten als einer Methylgruppe eine deutliche Reduktion der Aktivität zur Folge haben. Aus diesen Gründen sollten hydrophilere Verbindungen mit kleineren Substituenten an N3 und/oder N7 synthetisiert werden. Zur Steigerung der Hydrophilie sollte die Aceton-1,3-dicarbonsäurediester-Partialstrukur vollständig zum dreifachen Alkohol oder teilweise zum sekundären Monoalkohol reduziert werden, um damit nicht ZNS-gängige Substanzen zu erhalten. Andererseits waren auch Verbindungen mit freien Carbonsäuren an Position 1 und 5 von Interesse. R N 6 RO 8 7 O O Austausch durch kleinere Reste 2 O 9 5 OR 1 Vollständige/teilweise Reduktion zum dreifachen Alkohol/sekundären Monoalkohol an C9 3 Ar 4 N R 2 Ar 1 Einführung von freien Carbonsäuren Ar: 2-Pyridyl, m-F-Phenyl Abb. 21 Strukturvariationen der Leitstruktur Durch Einführung eines Substituenten auf Diarylmethylbasis, der in hochaffinen δ-Rezeptoragonisten gemäß dem Message-Adress-Concept als δ-Adresse vor- 34 Einleitung liegt, sollten Verbindungen mit einer gemischten Affinität zum κ- als auch δOpioidrezeptor synthetisiert werden. Die synthetisierten Verbindungen sollten hinsichtlich ihrer pharmakologischen Aktivität von der Firma Grünenthal GmbH (Aachen) charakterisiert werden. Da diese Strukturvariationen zur Vereinfachung der Leitverbindungen beitragen, sollten Rückschlüsse im Hinblick auf essenzielle Partialstrukturen gezogen werden, um ggf. das Pharmakophormodell von κ-Rezeptor-Liganden dieses Typs zu erweitern. 2.2. Katalysatorliganden Ziel dieser Arbeit war es, den Synthesespielraum der Bispidonliganden auszuloten (s. Abb. 22), um diese für die Bildung von Komplexen bereitzustellen, die z.B. im Waschmittelbereich eingesetzt werden könnten. Dazu sollten vor allem an den Donorstickstoffen N3 und N7 sterisch anspruchsvolle, lipophile Aryl- oder unsubstituierte Alkylketten mit einer Kettenlänge bis zu C18 eingeführt werden. Einer der Donorstickstoffe sollte jedoch durch eine Picolylgruppe besetzt sein. In Kombination damit sollte die Aceton-1,3-dicarbonsäureesterstruktur vollständig oder teilweise zum dreifachen Alkohol oder zum C9-Monoalkohol entsprechend reduziert werden. Die Alkoholfunktionalitäten sollten in weiteren Schritten mittels kurz- bis langkettiger Carbonsäuren (C1-C10) verestert werden. R N 6 Einführung von langen, aliphatischen Alkylketten (C8-C18) oder Aryl-substituierten Alkylresten an R1 mit Picolylrest an R2 oder umgekehrt. 8 7 O O RO 2 O 9 5 OR 1 3 Ar 4 N R 2 Ar 1 Vollständige/teilweise Reduktion zum dreifachen Alkohol/sekundären Monoalkohol an C9 und Acylierung mit langkettigen, aliphatischen (C1-C10) Carbonsäuren. Einführung langkettiger (C7-C8) Carbonsäureester. Ar: 2-Pyridyl Abb. 22 Geplante Strukturvariationen am Bispidon-Grundgerüst 35 Einleitung Weiterhin sollten Position 1 und 5 des Bispidongerüstes zu langkettigen, aliphatischen Carbonsäurealkylester (C7-C8) umgeestert werden. Die synthetisierten Verbindungen wurden hauptsächlich als Eisen-(II)-Chelatkomplexe hinsichtlich ihrer katalytischen Aktivität getestet. Aus Gründen der Vertraulichkeit können die Ergebnisse in dieser Arbeit nicht vorgestellt werden. 36 Allgemeiner Teil 3. Allgemeiner Teil 3.1. Die Mannich-Reaktion Definition: Unter dem Begriff "Mannich-Reaktion" versteht man im allgemeinen die Kondensation von einem Äquivalent einer CH-aciden Verbindung mit einem Äquivalent Aldehyd und einem Äquivalent eines primären oder sekundären Amins oder Ammoniak. Wird als Aldehydkomponente Formaldehyd eingesetzt, so wird diese Form der Mannich-Reaktion auch α-Aminomethylierung genannt. Üblicherweise werden die drei Komponenten mit oder ohne Lösungsmittel zwischen 0°C und 100°C bei definiertem pH-Wert umgesetzt. Die entstehenden Kondensationsprodukte werden als "Mannich-Basen" bezeichnet, die beiden Reaktionspartner der Aldehydkomponente als "acide Komponente" und "AminKomponente".84 Ursprünglich basiert diese Art der Kondensation auf der Arbeit von PetrenkoKritschenko85, der die Kondensation von Acetondicarbonsäureestern mit aromatischen Aldehyden und Ammoniak zu 4-Piperidonen untersuchte. Mannich erweiterte diese Reaktion auf aliphatische Aldehyde und substituierte Amine, weshalb die Reaktion auch als Mannich-Reaktion bekannt ist.86 Der Reaktionsmechanismus der Mannich-Reaktion ist abhängig vom Reaktionsmedium, dessen pH-Wert und der Nucleophilie der aciden und der Amin-Komponente (s. Abb. 23). Hauptsächlich verläuft der Mechanismus über Weg A (a1) unter Bildung eines N-Hydroxymethyl-Derivats. Im sauren Milieu wird nach a2 ein Äquivalent Wasser abgespalten und es bildet sich ein mesomeriestabilisiertes Iminium-Kation, dessen Bildung als geschwindigkeitsbestimmender Schritt angesehen wird.84 Dieses wird im Sinn einer SN2-Reaktion nucleophil von der aciden Komponente angegriffen, wobei nach Abspaltung eines Protons die Mannich-Base entsteht (a4). 37 Allgemeiner Teil H R 1 H + O + H H Weg B + H2 C +R 1 H /- H R + R 1 + R HO CH2 R b2 R 2 R 3 1 1 a2 + R 2 H2C + R 2 R 3 /-H2O R 2 R 3 + + H /-H2O a5 R 3 3 N 2 +R 1 H + R R 2 R 3 N CH2 N a3 3 H2 C R 1 R CH2 N 2 2 N R N HO CH2 N /- H N b4 1 R R R CH2 R 3 a1 + H /-H2O +H b3 R + H 1 + 2 Weg A b1 H2C R N /- H +R 1 R 2 R 3 + H /- H R 2 R 3 N 1 3 a4 R CH2 N Mannichbase Mannichbase Abb. 23 Reaktionsmechanismus der Mannich-Reaktion Im neutralen bis basischen Bereich kommt es zur Ausbildung von Methylen-bisaminen nach a3, welche eine verminderte Reaktivität gegenüber dem nucleophilen Angriff der aciden Komponente aufweisen, jedoch z.B. mit EnolatIonen unter Abspaltung eines Äquivalents Amin ebenfalls zur Mannich-Base reagieren können (a5). Ist jedoch die acide Komponente nucleophiler als die Amin-Komponente, verläuft die Reaktion über Weg B (b1) im Sinne einer Knoevennagel-Reaktion. Um nach b2 weiter reagieren zu können, muss zur Ausbildung eines resonanzstabilisierten Carbokations ein Äquivalent Wasser abgespalten werden können. Dies ist jedoch von der Struktur der aciden Komponente abhängig. Das Carbokation wird nun entweder von der Amin-Komponente oder erneut von der aciden Komponente nucleophil angegriffen und es entsteht die Methylen-bis-(R1)Verbindung nach b3 oder die Mannichbase nach b4, was aufgrund der höheren Nucleophilie der aciden Komponente weniger wahrscheinlich aber nicht ausgeschlossen ist.87 Zusammenfassend lässt sich feststellen, dass zur erfolgreichen Durchführung der Mannich-Reaktion die Amin-Komponente stärker nucleophil sein muss, als die acide Komponente und der pH-Wert des Reaktionsmediums derart gewählt werden muss, dass genügend Protonen zur Ausbildung des Iminium-Kations 38 Allgemeiner Teil vorhanden sind, sofern diese nicht durch die acide Komponente bereitgestellt werden können. Der pH-Wert sollte jedoch wiederum nicht zu sauer sein, um nicht die Nucleophilie der aciden Komponente zu beseitigen. 3.2. Synthese der Zielverbindungen Der vollständige Syntheseplan zum Erhalt der Zielverbindungen ist in Abb. 24 schematisch wiedergegeben. Die Strukturformeln der einzelnen Verbindungen sind im Anhang (s. 7.1) aufgelistet. Die Reaktionsbedingungen a-h, ebenso alle analytischen und spektroskopischen Daten sind dem Experimentellen Teil zu entnehmen. Alle 1 H- und 13 C-NMR-Spektren wurden gemäß den gängigen Lehrbüchern analysiert und ausgewertet.88,89,90 39 Allgemeiner Teil O O O OR' R'O O + 2R'OH / - 2MeOH a H3CO 180°C 0°C; MeOH 50°C; THF/Aceton NaBH4/MeOH; THF H2; Pd/C; MeOH H2; Pd/C; EtOAc Na(CN)BH3; HCl; MEOH DBU; CHCl3 (abs.) OR N Ar R N F 2 R R=CH3 N R R=CH3 Ar OCH3 2 N OH R OH N N O O OH N N 1 + R-Cl / - HCl R=H3C(CH2)nCO(n=0,2,8) h R HO 2 OR OCH3 N R Ar 1 70-76 (s. 6.9) F F 63-65 (s. 6.7.2) F F 26 (s. 6.6.2) R1 und/oder R2=H Abb. 24 Syntheseplan der Zielverbindungen 40 O H3CO Ar CH3 Ar 1 66-69 (s. 6.8) CH3 O O N Ar 1 R=Benzyl R1=R2=CH3 f O H3CO HZ2, 3FLB (s. 6.2), 21-25, 27-55 (s. 6.6.1) R1 und/oder R2=Benzyl OH O g OR Ar Ar HO O RO 1 2 N O O d 56-62 (s. 6.7.1) R od. N OH R N + 2HCHO c + H2N-R2 - 2H2O R HO e Ar: Ar 1 PyA, 3FLA (s. 6.2), 4-20 (s. 6.5) 2 OH R O RO N Ar OEt ADS-Et + 2Ar-CHO + H2N-R1 - 2H2O OH O O O EtO ADS-Me b R O OCH3 1-3 (s. 6.4) a: b: c: d: e: f : g: h: O O Allgemeiner Teil 3.2.1. Synthese der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3 Ausgangspunkt der Synthese ist der kommerziell erhältliche Aceton-1,3dicarbonsäuredimethylester ADS-Me, anhand dessen die höher substituierten ADS-R' (1-3) nach einer Vorschrift von Paul und Polyczynski91 (s. 6.4) durch Umesterung bei 180°C von einem Äquivalent ADS-Me ohne Lösungsmittel mit zwei Äquivalenten des entsprechenden Alkohols R'-OH hergestellt werden (s. Abb. 24a). Die Verschiebung dieser Gleichgewichtsreaktion auf die Produktseite erfolgt durch das sukzessive Abdestillieren des bei der Reaktion entstehenden Methanols. Da es sich bei den eingesetzten Alkoholen um Benzylalkohol oder Heptan- und Octanol handelt, sind die Reaktionsprodukte, welche als zähe Öle entstehen und noch mit den Edukt-Alkoholen verunreinigt sind, nicht mittels Destillation zu reinigen. Vielmehr werden die Reaktionsprodukte durch Zugabe von CuSO4 in ihre dimeren Chelatkomplexe überführt, die sich durch mehrfaches Umkristallisieren reinigen lassen. Abb. 25 zeigt schematisch die Struktur eines [(ADS-Me)2Abb. 25 Nicht-optimierte 3D-Struktur des dimeren [(ADS-Me)2Cu(II)]2+-Chelatkomplexes Cu(II)]2+-Komplexes. Der Komplex wird in Diethylether gelöst und durch Zu- gabe von 2.5M H2SO4 zerstört, wobei sich die gewünschten ADS-R' in der Etherphase anreichern und durch Abdestillieren des Lösungsmittels einfach zugänglich sind. Da es sich bei den ADS-R' um β-Keto-Carbonsäureester mit αständigen H-Atomen handelt, können diese, hervorgerufen durch eine Keto-EnolTautomerie, in zwei Isomeren vorliegen. Verbindung 1, der Di-benzylester liegt zu 100% als Keton vor, Verbindungen 2 und 3 jedoch als Tautomerengemische im Verhältnis Keton:Enol ≈ 75:25. Abb. 26 zeigt das 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 3, woraus das Isomerenverhältnis hervorgeht. Wird das Integral des Signals für H1 und H3 des Ketons ins Verhältnis zu der Summe der Integrale der Signale für H1, H3 und der OH-Gruppe gesetzt, so ergibt sich: 41 Allgemeiner Teil 1 2 O 3 OH 8' 2' O 3 H8' 1' 9.0 8.0 7.0 6.0 5.0 H2'-H6' H1 Enol 3.9235 0.2157 0.2069 10.0 1.6566 1.6402 1.6219 1.6112 1.6036 1.5865 1.3384 1.3340 1.2898 1.2746 1.2671 1.2589 0.8819 0.8655 0.8478 H1' O H3 Enol 11.0 3.2003 3.5886 H1,H3 Keton 1' Enol-OH 12.0 4.1297 4.1126 4.0956 2' 4.0 H7' 3.0 2.0 5.9381 O 8' 20.241 O 2 4.0297 1 O 0.4426 O O 3.0024 O 5.1146 7.2600 12.0881 Int[H1,H3] (Keton) 3.07 3. 5 = = ≈ 75 : 25 Σ {Int[H1],Int[H3],Int[OH]} (Enol) 0.44 + 0.22 + 0.21 1 1.0 0.0 (ppm) Abb. 26 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 3 (400MHz; CDCl3) 3.2.2. Synthese der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-20 modifiziert nach92 Die Synthese der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäuredieester (PDS) (s. 6.5) erfolgt durch eine Mannich-Reaktion, bei der ein Äquivalent Aceton-1,3-dicarbonsäurediester (ADS-ME, ADS-Et, 1-3) mit zwei Äquivalenten eines aromatischen Aldehyds Ar-CHO (Pyridin-2-carbaldehyd, m-Fluorbenzaldehyd) und einem Äquivalent eines primären Amins R1-NH2 unter Abspaltung von zwei Äquivalenten Wasser kondensiert (s. Abb. 24b). Die Reaktion wird in Methanol als Lösungsmittel bei 0°C unter Eiskühlung durchgeführt. Die Reaktion kann einfach mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc; RF=0.6-0.9) kontrolliert werden. Die Aufarbeitung gestaltet sich unterschiedlich. Manche der PDS 42 Allgemeiner Teil kristallisieren bei -20°C direkt aus der Reaktionslösung innerhalb von 24h bis mehreren Tagen (4-7, aus 10-13, 16), andere hingegen schon bei Raumtemperatur (8-9, 14-15). Alle Produkte werden aus polaren, protischen Lösungsmitteln wie Methanol oder Ethanol umkristallisiert. Nur die PDS, welche langkettige Alkylester oder Benzylester an Position 3 und 5 tragen (17-20), konnten nicht in fester Form isoliert werden. Sie kristallisierten weder direkt, noch durch Einengen der Reaktionslösung aus. Ebenfalls wurde erfolglos versucht nach vollständigem Abdestillieren des Lösungsmittels die zähen, glasartigen Rückstände aus verschiedenen polaren Lösungsmitteln wie Methanol, Ethanol, Acetonitril und Methanol/Wasser 50:50 (V/V) zu kristallisieren. Somit wurden diese PDS in der Annahme einer 100%-igen Ausbeute als Rohprodukte zur weiteren Synthese eingesetzt. Da bei den PDS analog zu den ADS eine β-Keto-Carbonsäurestruktur mit αständigem H-Atom vorliegt, zeigen diese ebenfalls eine Keto-Enol-Tautomerie. Weiterhin ist durch die Stellung der aromatischen Substituenten an Position 2 und 6 eine cis/trans-Isomerie möglich, sodass es 5 unterschiedliche Isomere in Betracht zu ziehen gilt. Es handelt sich hierbei um das cis-Keton (1) und transR N H 3 E Ar H 4 E 1 3 E 1 4 Ar 5 O H 6 E O H O 4 O H H R N 2 E = COOR Ar 5 H 6 1 OR O 1 H Ar 5 OR 1 trans-Keton 2 Ar 3 1 2 Ar O cis-Keton 1 OR H H 2 H R N H H 6 O H 3 4 O cis-Enol 3 R N 1 RO 1 2 H Ar Ar 5 H OR 6 O O H 4 H R N H 1 1 2 3 Ar Ar 5 O OR H 6 trans-Enol 4a 4b Abb. 27 Stereoisomere der PDS Keton (2), sowie das cis-Enol (3) und das trans-Enol, welches durch die Lage der Enol-Doppelbindung zwei weitere Isomere (4a/4b) erzeugt (s. Abb. 27 aus93,94). 43 EnolOH O 6* OH H H3CO N 4 5 1* eq. 6 2* H 1 N 3* 5* O 1'' 3.6940 3.6783 3.5703 3.5356 3.5084 3.4819 3.3973 OCH3 OCH3 3 2 H 1' 2' N ax. 3' 4* 4.2364 4.2130 4.7914 4.7187 4.6954 7.6142 7.6104 7.5953 7.5908 7.5725 7.5681 7.5530 7.5492 7.5340 7.5302 7.4608 7.4412 7.3440 7.3238 7.3124 7.2928 7.2600 7.2493 7.2303 7.2070 7.1937 7.1823 7.1722 7.0990 7.0851 7.0744 7.0630 7.0441 Allgemeiner Teil 6' 5' 6'' 4' 5'' 2'' 3'' 4'' 0.8274 Integral NCH2 12.8 12.4 H2 H6 12.0 H5 8.4 8.0 7.6 7.2 6.8 6.4 6.0 5.6 5.2 4.8 4.4 4.0 1.5149 2.9813 3.2357 1.0507 0.8485 1.0857 1.9186 6.5390 0.9244 2.0775 1.9963 Integral (ppm) 3.6 (ppm) Abb. 28 1H-NMR Spektrum der Verbindung 9 (400MHz; CDCl3) Betrachtet man das 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 9 (s. Abb. 28), welches repräsentativ für die Spektren aller PDS 4-16 ist, so zeigt sich sehr deutlich, dass alle Verbindungen vollständig in der Enol-Form vorliegen. Bei ca. 12.5ppm ist das Signal für die OH-Gruppe zu finden, welches mit D2O austauschbar ist. Um zu unterscheiden, ob die cis- oder trans-Enol-Form vorliegt, müssen die Signale der Protonen H5 und H6 näher betrachtet werden. Beide Protonen bilden ein ABSystem mit einer vicinalen Kopplungskonstante J3(H,H)=9.3Hz. Eine Kopplung in dieser Größenordnung weist auf einen Diederwinkel im Bereich von 0°-10° bzw. 170°-180° hin. Beide Protonen H5 und H6 nehmen also eine axiale Position ein und stehen trans zueinander. Damit kommen als mögliche Isomere der PDS nur das cis-Enol 3 oder trans-Enol 4a (s. Abb. 27) in Frage. Die Zuordnung zwischen beiden ist schwierig, zumal über das Proton H2 keine Aussage gemacht werden kann, da es keinen direkten Kopplungsnachbarn gibt. Der aromatische Bereich im 1H-NMR- Spektrum der Verbindung 9 (s. Abb. 29) weist einen doppelten Signalsatz für die Protonen beider Pyridin-Substituenten an C2 und C6 auf, was 44 6* 4 5 1* eq. 6 2* H 1 N 3* 5* OCH3 3 1' 2 H 2' N ax. 3' 4* 4' 5'' 3'' H2''-H6'' 4'' H6',H6* 8.4 8.3 8.2 8.1 8.0 7.9 7.8 7.7 7.6 H5',H5* 0.9244 H3',H3* 2.0775 H4',H4* 1.9963 Integral 6' 5' 6'' 1'' 2'' 8.5 7.3440 7.3238 7.3124 7.2928 7.2600 7.2493 7.2303 7.2070 7.1937 7.1823 7.1722 7.0990 7.0851 7.0744 7.0630 7.0441 O 7.5 7.4 7.3 1.9186 H3CO N OH H 6.5390 O 7.4608 7.4412 7.6331 7.6293 7.6142 7.6104 7.5953 7.5908 7.5725 7.5681 7.5530 7.5492 7.5340 7.5302 8.4249 8.4141 8.4950 8.4849 Allgemeiner Teil 7.2 7.1 7.0 (ppm) Abb. 29 1H-NMR Spektrum der Verbindung 9 Aromaten-Bereich (400MHz; CDCl3) auf eine unterschiedliche Konfiguration und somit auf eine äquatoriale Stellung des Pyridin-Substituenten an C6 und eine axiale an Position C2 hindeutet. Holzgrabe et al. haben sich schon früher mit diesem Problem beschäftigt93,94 und durch Vergleiche der 13 C-NMR-Spektren von Verbindung 9 und des unsymmetrischen, analogen 3-Monocarbonsäuremethylester, von welchem eine Röntgenstruktur existiert, die Konfiguration an C2 aufgeklärt. Die Röntgenstruktur des 3-Mono-carbonsäuremethylester zeigte eindeutig eine axiale Stellung des Pyridin-Substituenten an C2 in Nachbarschaft zur Doppelbindung. Die chemischen Verschiebungen für die Kohlenstoffe C2, C3 und C4 sind bei beiden Verbindungen nahezu identisch, sodass für die Stereochemie der PDS Isomer 4a (s. Abb. 27) zu favorisieren ist. In Ermangelung von Röntgenstrukturanalysen für die im Rahmen dieser Arbeit synthetisierten PDS muss die Stereochemie dieser Verbindungen jedoch erst noch bewiesen werden. Bemerkenswert ist die zum Teil erhebliche Signalverbreiterung im 1H-NMRSpektrum der PDS vor allem im Bereich der aromatischen Protonen, was eine 45 Allgemeiner Teil Auswertung der Kopplungskonstanten erschwert. Der Grund hierfür liegt in einer Rotationshemmung der beiden Pyridin-Aromaten, da die synthetisierten PDS in der Regel alle einen sterisch sehr anspruchsvollen Substituenten N-R1 und/oder COOR besitzen. 3.2.3. Synthese der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di- carbonsäurederivate 21-25, 27-55 modifiziert nach95 3.2.3.1. Optimierung der Synthese Die Synthese der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurediester (9-Oxo-BNDS) (s. 6.6.1) 21-25 und 27-55 erfolgt analog zu der Synthese der PDS durch eine Mannich-Reaktion, bei der ein Äquivalent PDS (PyA, 3FLA, 4-20) mit zwei Äquivalenten Formaldehyd und einem Äquivalent eines primären Amins R2-NH2 unter Abspaltung von zwei Äquivalenten Wasser kondensiert (s. Abb. 24c). Erstmals wurde die Synthese dieser bicyclischen Verbindungen ausgehend von 1-Alkyl-2,6-diphenyl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediethylestern von Mannich et al.96 beschrieben. Haller95 griff diese Reaktion wieder auf und synthetisierte eine Vielzahl von 9-Oxo-BDNS, welche vor allem in Position 2 und 4 mit 2-Pyridyl-Substituenten versehen waren und an beiden Stickstoffen N3 und N7 mit Methyl-, Hydroxyethyl-, Ethyl-, Benzyl-, und PicolylGruppen substituiert waren. Im Laufe der Zeit wurde basierend auf dieser Synthesevorschrift von Haller eine noch viel größere Anzahl an 9-Oxo-BNDS synthetisiert65,66,67,68, nicht zuletzt deshalb, weil durch Holzgrabe et al.61,62 HZ2 als wirksamer κ-Rezeptor-Agonist entdeckt wurde. Die von Haller vorgeschlagene Synthese, welche danach prinzipiell unverändert von Siener97, Kuhl98 und Cambareri99 übernommen wurde, birgt jedoch einige Probleme, sofern die erhaltenen 9-Oxo-BNDS keine Endprodukte darstellen, sondern als Ausgangspunkt für weitere Synthesen eingesetzt werden müssen: 46 Allgemeiner Teil 1. Die Synthese wird unter Rückfluss durchgeführt. Dadurch entsteht eine unkontrollierbare Menge und Vielfalt an Neben- und Zersetzungsprodukten, was sich deutlich innerhalb von wenigen Minuten durch Schwarzfärbung der Reaktionslösung zeigt. 2. Es gibt kein optimales DC-System zur Reaktionskontrolle. Das angegebene System (Stat. Phase: SiO2; FM1: Cyclohexan:EtOAc:MeOH:Ethylamin 90:36:9:199; FM2: Cyclohexan:EtOAc:MeOH 10:4:197,99) neigt stark zum Tailing und zur Ausbildung von β-Fließfronten. 3. Die angegebene Methode zur Aufarbeitung eignet sich nicht in jedem Fall zur Isolierung des gewünschten Produktes, sofern dieses nicht von selbst aus der Reaktionslösung auskristallisiert. Die o.g. DC-Methode lässt sich nicht optimal zur Säulenchromatographie verwenden, vor allem aufgrund der vielen Nebenprodukte und des schlechten Fließverhaltens. 4. Die angegebene Aufarbeitung erweist sich in den meisten Fällen als zu zeitaufwändig, da die Kristallisation mitunter Tage bis Wochen in Anspruch nimmt. Aus diesen Gründen wurden folgende Modifikationen der Synthese und der Aufarbeitung vorgenommen: 1. Die Reaktion wurde in THF oder Aceton als Lösungsmittel bei 50°C im temperierten Ölbad vorgenommen. Die Reaktionsansätze verfärben sich in den meisten Fällen nur wenig, was auf die Entstehung von weniger Nebenund Zersetzungsprodukten hindeutet. Die Reaktionszeiten betragen maximal 2h. 2. Zur Reaktionskontrolle wurde ein neues DC-System (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc) verwendet. Die Flecken im DC waren in Abhängigkeit von der Auftragemenge scharf begrenzt (RF=0.8-0.9). Da es sich bei dem eingesetzten Fließmittel nur um eine Komponente handelt, kommt es nicht zur Ausbildung von β-Fließfronten. 3. Das zur Reaktionskontrolle eingesetzte DC-System ließ sich problemlos zur Schwerkraftsäulenchromatographie und somit zur Reinigung des Rohproduktes bzw. zur Isolierung des gewünschten Produkts einsetzen. 47 Allgemeiner Teil Als Ergebnis dieser Veränderungen ist es nun möglich 9-Oxo-BNDS schneller und in höheren Ausbeuten zu synthetisieren. Zudem konnte dadurch bedingt Verbindung 29 als trans-Isomer erhalten werden, welches bislang nicht zugänglich war. Verb. 21 alt 29 neu Ausbeute: Aufarbeitung: 36%99 Kristallisation (~7Tage)99 Ausbeute: Aufarbeitung: Ausbeute: 20% (nur cisIsomer)98 Kristallisation (~3Tage)98 Ausbeute: Aufarbeitung: Aufarbeitung: 69% (s. 6.6) präp. Säulenchromatographie, Kristallisation (~1Tag) (s. 6.6) 90% (s. 6.6) (nur trans-Isomer) Kristallisation (~1Tag) (s. 6.6) Tab. 3 Gegenüberstellung der bisherigen und optimierten Synthese N O O H3CO O O OCH3 CH3 N N O H3CO N N CH3 O O OCH3 N N O H3CO N O OCH3 N N CH3 F F 21 29 cis 29 trans Abb. 30 Verbindung 21 und 29 Problematisch in ihrer Synthese erwiesen sich die 9-Oxo-BNDS, welche an N3 oder N7 mit längerkettigen aliphatischen Resten mit endständiger Carbonsäurefunktion wie z.B. -(CH2)nCOOH (n=3,7) substituiert werden sollten. Mittels der hier vorgestellten Synthese konnten diese Verbindungen nicht erhalten werden. Möglicherweise wird durch den Carboxylrest der pH-Wert der Reaktionslösung zu stark gesenkt, so dass die Nukleophilie der Aminkomponente für die Ausbildung des Iminiumkations als Intermediat der Mannich-Kondensation nicht mehr ausreicht. 48 Allgemeiner Teil 3.2.3.2. Synthese von Liganden mit gemischter κ/δ-Affinität δ-Adresse R O N 1 O N H N H3C O CH3 N N O Opioid-Message O H3CO O OCH3 N (+/-)-BW373U86 (R1=H) (+)-SNC-80 (R1=CH3) CH3 F F 27 Abb. 31 Übertragung des MAC von SNC-80 auf 9-Oxo-BNDS Wie in Abschnitt 1.1.3.2.2 beschrieben, gibt es einige hochaffine Liganden für den δ-OR, welche ausgehend von den Enkephalinen mit Hilfe des MessageAdress-Concepts (MAC)50 entwickelt wurden. Hierzu gehören als Hauptvertreter das Naltrindol (NTI) als selektiver Antagonist und davon abgeleitet die Spiroindanyloxymorphone (SIOM) und Perhydroisochinoline ((-)-TAN67). Nachdem die Diphenylmethylpiperazinderivate BW373U86 und SNC80 entdeckt wurden, die strukturell wenig verwandt mit den bisher bekannten δ-OR-Liganden waren, wurde das MAC auch auf diese Verbindungen erweitert. Hierbei wird die "Opioidmessage" durch den Piperazinring und die "δ-Opioid-adresse" durch das Diethylbenzamid-Element verkörpert.51,52 Betrachtet man nebeneinander die Strukturen von SNC80-mit den 9-Oxo-BNDS am Beispiel von Verbindung 27, so wird deutlich, dass die "Übertragung" des MAC auf das 9-Oxo-BNDSGrundgerüst durchaus vielversprechend ist, hinsichtlich der Synthese von Liganden mit hoher Affinität zum δ-OR und/oder κ-OR (s. Abb. 31). Verbindung 27 ist der einzige Vertreter von Substanzen dieser Art, der im Rahmen dieser Arbeit synthetisiert wurde. Nachfolgend ist das Syntheseschema zur Herstellung 49 Allgemeiner Teil von Verbindung 27 aufgeführt (s. Abb. 32). Kommerziell erhältliches 4-Methylbenzophenon wird im ersten Schritt durch Oxidation mit KMnO4 in t-BuOH/H2O unter Rückfluss zur 4-Benzoylbenzoesäure umgesetzt123, welche anschließend 1. KMnO4 / t-BuOH, H2O 2. SOCl2 / Benzol 3. HN(Et)2 / CHCl3(abs) H3C O N O O O 1. Ti(IV)[O-i-Pr]4, NH4Cl, N(Et)3 / EtOH(abs) 2. NaBH4 N N O O H3CO O O 3FLA, H2CO / THF OCH3 N H N NH2 CH3 F F 27 Abb. 32 Syntheseschema von Verbindung 27 mit SOCl2 in Benzol unter Rückfluss zum entsprechenden Carbonsäurechlorid reagiert.123 Dieses wird in absolutem CHCl3 gelöst und bei Raumtemperatur zu einer wässrigen 44%-igen Diethylaminlösung getropft. Das dabei entstehende 4Benzoylbenzoesäure-N,N-diethylamid123 wird mit Titan-(IV)-isopropylat, NH4Cl und N(Et)3 als Hilfsbase in absolutem EtOH bei Raumtemperatur umgesetzt. Der dabei entstehende Aminocarbinolatotitan-(IV)-Komplex wird durch Zugabe von NaBH4 zum entsprechenden primären Amin reduziert.125 Dieses wird analog zur allgemeinen Synthesevorschrift (s. 3.2.3) als Aminkomponente mit zwei Äquivalenten Formaldehyd und einem Äquivalent 3FLA zum 9-Oxo-BNDS 27 nach Mannich kondensiert. Da die Verbindung in pharmakologischen Untersuchungen keinerlei Affinität weder zu δ-OR noch zu κ-OR aufweist, wurde von der Synthese weiterer Verbindungen abgesehen. 50 Allgemeiner Teil 3.2.3.3. Stereochemie der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurederivate 3.2.3.3.1. Konfigurationsisomerie Bezogen auf die Stellung der aromatischen Substituenten an Position 2 und 4 sind zwei Konfigurationsisomere denkbar (s. Abb. 33). Es handelt sich dabei um das cis-Isomer, wenn beide Substituenten eine äquatoriale Stellung einnehmen, oder um das trans-Isomer, welches als Racemat ensteht. Hierbei nimmt ein Aromat E H 4 Ar 1 R E E Ar H 4 2 N Ar N R H 2 1 R cis-Isomer Abb. 33 cis/trans-Konfigurationsisomerie axiale und der andere eine O O eine äquatoriale E Stellung ein. In wenigen Fällen H 2 N Ar N R 2 gelang eine getrennte Isolierung der beiden trans-Isomer Isomere, sofern beide während der Synthese entstanden. Nachweislich gelang die Isolierung von cis/trans-Isomeren bei der Verbindung HZ261 selbst und den mit 2,4-di-(3-nitrophenyl)- und 2,4-di-(4nitrophenyl)-substituierten Derivaten100. Anhand dieser Verbindungen konnte nachgewiesen werden, dass eine Isomerisierung von trans nach cis durch Umkristallisation aus polaren, protischen Lösungsmitteln zu erreichen ist. Dies geschieht durch eine Retro-Mannich-Reaktion, bei der es zu einer Ringöffnung durch Spaltung der Bindung C1-C5 kommt. Initialer Schritt der Isomerisierung hierbei ist die Protonierung des Ketons an C9 und Ausbildung einer enolischen Zwischenstufe, welche im Sinne einer Mannichreaktion wieder cyclisiert.100 Im Rahmen dieser Arbeit gelang es, einige 9-Oxo-BNDS zu synthetisieren, welche ausschließlich als trans-Isomer bei der Synthese entstanden (24, 29-30, 34-41, 43-49, 52). Der Grund hierfür liegt an der Größe des Substituenten an N3, der sofern groß und langkettig, die beiden aromatischen Substituenten in die transStellung dirigiert, wohingegen ein kleiner Substituent wie eine Methylgruppe zur cis-Konfiguration der Aromaten führt. 51 52 8.8 8.7 8.6 8.5 8.4 8.3 8.2 6.0 8.1 3' 5' H2/4 5.5 8.0 5.0 7.9 4.5 7.8 4.0 7.7 3.5 H3' 3.0 H4'' (ppm) 7.6 Abb. 34 1H-NMR Spektrum der Verbindung 51 (400MHz; CDCl3) 7.5 2.5 7.4 2.0 7.3 6.1586 CH3 N H6' H4' 7.1236 7.1110 7.1072 7.0946 2 2.9630 N 2' 2.0116 6.5 1 7.2600 7.2448 7.2404 7.2278 4 3 1.1528 N 9 1.9316 5 0.9953 7.0 O 1.9276 O 7 2.0311 O N 1.8978 6 7.5429 7.5391 7.5239 7.5201 7.5050 7.5006 7.4109 7.3913 2'' 4.0342 3'' 1.0255 7.5 1.8744 1.0255 2.0311 0.9953 1.1528 2.0116 1.9952 1.9992 1.0022 Integral 4'' 7.6982 7.6944 7.6786 7.6754 7.6597 7.6565 8.0 7.9261 7.9065 8.5 1.9952 9.0 8.4350 8.4324 8.4230 8.4205 8.6376 8.6351 8.6256 8.6231 9.5 1.9992 1.0022 Integral 1.3075 1.2898 1.2721 4.2604 4.2515 4.2484 4.2427 4.2332 4.2307 4.2155 4.2124 4.2036 4.1979 4.1953 4.1859 3.5930 3.2445 3.2148 2.7748 2.7451 1.9622 4.6720 7.6944 7.6786 7.6754 7.6597 7.6565 7.5429 7.5391 7.5239 7.5201 7.5050 7.5006 7.4109 7.3913 7.2600 7.2448 7.2404 7.2278 7.1236 7.1110 7.1072 7.0946 Allgemeiner Teil 5'' N 6'' 1'' 8 CH3 O O 1' 6' N3-CH3 4' OCH2 N7-CH2 H6/8 (ppm) 1.5 7.2 1.0 H5'' H5' 7.1 0.5 H6'' H3'' 7.0 Allgemeiner Teil Alle anderen 9-Oxo-BNDS fallen bei der Synthese ausschließlich als cis-Isomere an. Die Zuordnung der 1 H-NMR- und 13 C-NMR-Spektren der cis-Isomeren erweist sich als recht einfach aufgrund der Symmetrie dieser Verbindungen (Schnittebene senkrecht durch N3, N7 und C9). Veranschaulicht wird dies am 1 H-NMR- Spektrum der Verbindung 51 (s. Abb. 34). Das Spektrum weist einen einfachen Signalsatz für die Protonen der Diethylestergruppen, H2/4, H6/8 und beider Pyridinringe an C2 und C4 auf. Die Protonen H6/8 bilden hierbei ein ABSystem mit einer geminalen Kopplungskonstante von J2(H,H)=11.9Hz. Ebenfalls ein Zeichen für die hohe Symmetrie ist das Signal für die Methylengruppe an N7, welches als Singulett vorliegt, was bedeutet, dass beide Protonen die identische chemische Umgebung besitzen. Analog zu den PDS sind die 1H-NMR-Spektren durch teilweise verbreiterte Signale gekennzeichnet. Dies wird wie bei den PDS durch teilweise gehemmte Rotation aufgrund der sterisch sehr anspruchsvollen Verbindungen verursacht. Deshalb können einige Kopplungskonstanten nur 4'' 6'' N 2'' 7 5 N 4 9 3 N CH3 C3'' C3' 1'' C5'' O 1 2 2' 6' 5 5' 3' OCH2 C6' 1' N 125.0 124.5 124.0 123.5 123.0 122.5 122.0 121 (ppm) C4' C6/8 C2/4 C=O 190 180 170 160 150 140 N3-CH3 N7CH2 C2' C2'' C6'' C4'' C9 200 14.1471 C1/5 O 4' 210 43.0896 CH3 C5' 8 O O O N 63.7035 62.4451 61.7250 58.7791 5'' 3'' 6 77.4800 77.1600 76.8472 73.9086 124.4978 124.0469 122.8249 122.4248 136.3687 136.1868 149.5633 149.0542 158.8374 157.2954 168.1188 203.3312 näherungsweise angegeben werden. 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 (ppm) Abb. 35 13C-NMR der Verbindung 51 (100MHz; CDCl3) 53 Allgemeiner Teil Das 13 C-NMR-Spektrum weist lehrbuchmäßige chemische Verschiebungen der Signale auf und ist auch durch einen halben Signalsatz gekennzeichnet. So wird für die Kohlenstoffatome C1/5, C2/4, C6/8, COOEt und die Kohlenstoffatome der Pyridinringe an Position 2 und 4 jeweils nur ein Signal detektiert (s. Abb. 35). Etwas komplizierter sind sowohl die 1H-NMR- als auch die 13 C-NMR-Spektren der trans-Isomere. Sie zeichnen sich vor allem durch einen vollen Signalsatz jedes einzelnen Protons/Kohlenstoffatoms aus. Die Zuordnung der Signale für diese Verbindungen soll im Folgenden anhand der Verbindung 29 erklärt werden. Dazu muss jedoch zuerst die dreidimensionale Struktur näher betrachtet werden. Dazu wurde die Strukturformel H3* in ISIS-Draw V2.4 gezeichnet und mit SYBYL in eine 3D-Struktur konvertiert. Anschließend wurde eine H2 H3* V6.9 Geometrieoptimierung H4 vorgenommen (1000 Iterationen; "Powell"-Algorithmus; Dielektrizitätskonstante: 4.8 (Chloro- form); MMFF94-Kraftfeld) (s. Abb. 36). Wie deutlich daraus hervorgeht, befindet sich das Proton H3* des axial Abb. 36 3D-Struktur der Verbindung 29 ständigen Pyridin-Substituenten im An- isotropiekegel des Benzyl-Substituenten an N3. Beide aromatischen Ringe befinden sich in einer parallelen Anordnung zueinander. Daraus resultierend ist zu erwarten, dass dieses Proton bezüglich der sonst üblich zu beobachteten chemischen Verschiebung von ca. 8ppm (s. 1H-NMR von 51 Abb. 34) zu höherem Feld verschoben ist. Abb. 37 zeigt das 1 H-NMR-Spektrum der Verbindung 29. Die chemische Verschiebung des Protons H3* liegt bei ca. 7.3ppm, allerdings verdeckt unter dem Signal des Protons H4'' der Benzylgruppe. Das Proton H3' liegt erwartungsgemäß bei 7.92ppm. Mittels HMQC-Messungen kann dadurch das Signal des Kohlenstoffatoms C3' ermittelt werden. Über ein HMBC-Experiment kann somit die Lage des Atoms C5' ebenfalls bestimmt werden. Umgekehrt wird durch die Lage des Signals für C5' 54 8.6 8.5 8.4 7.0 8.3 8.2 6.5 8.1 8.0 6.0 7.9 3.40 3.30 5.5 7.8 3.20 3.10 7.7 3.00 5.0 0.9260 OCH3 (C1) 2.90 2.80 3'' 4.5 7.6 4.0 H2''/6'' 7.5 3.5 7.4 3.0 H3' 7.3 7.2 2.8474 3.50 0.9260 3.60 0.9983 3.70 2.2397 7.5 3.80 7.1729 7.1602 7.1552 7.1426 7.1293 7.1154 7.1110 7.0990 3.90 5.0072 2'' 7.2770 7.2600 7.2411 8.0 5' 2.1460 4' 2.1681 3' 0.9983 O 1.1057 1.0814 1'' 3.0929 3* N 7.3642 7.3459 7.3269 6'' 2 2' H6 7.4961 7.4778 4* 1 5.0072 N N3-CH2 2.0769 8.5 3 0.9892 0.7558 4'' 9 7.6735 7.6704 7.6540 7.6508 7.6350 7.6319 4 8 1.0814 CH3 2.0942 H6* O 1.1057 5 7.9267 7.9097 1* 0.8920 O 3.0929 2* 7 Integral H3CO N 2.0769 2.1681 2.1460 2.2397 6 2.0942 5'' 0.8920 5* 8.4672 8.4571 8.5859 8.5751 Integral 1.0000 1.0114 6* N 1.0114 1.0000 Integral 7.1 2.2192 3.6366 3.5987 3.5766 3.5728 3.5495 3.5457 3.4446 3.3512 3.3361 3.0248 2.9976 2.7899 2.7602 3.8380 5.3482 5.2510 7.6704 7.6540 7.6508 7.6350 7.6319 7.4961 7.4778 7.3642 7.3459 7.3269 7.2770 7.2600 7.2411 7.1729 7.1602 7.1552 7.1426 7.1293 7.1154 7.1110 7.0990 Allgemeiner Teil Aceton H8 OCH3 (C5) OCH3 1' 6' (ppm) 2.70 N7-CH3 H2 H4 (ppm) 2.5 H4'',H3* H3''/5'' H4',H4* H6' H5* H5' (ppm) 7.0 Abb. 37 1H-NMR Spektrum der Verbindung 29 (400MHz; CDCl3) 55 Allgemeiner Teil im HMQC-Spektrum die Lage des Protons H5' und damit ebenfalls von Proton H5* zugeordnet. Durch eine COSY-Messung werden die Protonen H6' und H6* ermittelt und damit auch deren 13 C-Signale über das HMQC. Der Grund für diese etwas umständliche Vorgehensweise liegt darin, dass die Signale für die Protonen H4' und H4* zusammenfallen, da sonst über ein einfaches COSYExperiment alle 1H-Signale hätten bestimmt werden können. Mit Hilfe des HMBC können ausgehend von den Signalen für H6' und H6* die Signale für C2' und C2* und damit die Signale für H2 und H4 zugeordnet werden, wodurch es möglich ist alle anderen Signale über ihre Fernkopplungen zu ermitteln. Ungewöhnlich stark verbreitert sind die Signale für die Protonen H2/4 als auch der N3-CH2-Gruppe. Dies kann nicht allein durch das Quadrupolmoment des N3-Stickstoffs erklärt werden, da im Fall von 2,4-cis-konfigurierten Verbindungen (s. Abb. 34) sehr scharfe Signale beobachtet werden können. Diese enorme Verbreiterung weist auf eine sehr eingeschränkte Beweglichkeit des Moleküls in diesem Bereich hin. In der Tat behindern diese Protonen eine freie Rotation der drei Aromaten. Im Fall der Protonen H2 und H4 kann dies bei allen trans-Isomeren beobachtet werden. Es hängt jedoch von der Art der Substitution an N3 ab, wie stark verbreitert diese Signale sind. Abb. 38 Konformer von Verbindung 29 mit der maximalen inneren Energie von 121.63kJ/mol 56 Allgemeiner Teil Abb. 39 Konformer von Verbindung 29 mit der niedrigsten inneren Energie von 82.67kJ/mol Ausgehend von der optimierten Molekülstruktur von Verbindung 29 (s. Abb. 36) wurde eine Konformationsanalyse durchgeführt. Es wurde mit Hilfe der Software SYBYL V6.9 in 5°-Inkrementen um die Bindungen C4-C2*, C2-C2', N3-CH2 und CH2-C1'' rotiert und jeweils die innere Energie des jeweiligen Konformers auf der Basis von van-der-Waals-Interaktionen berechnet. Dadurch konnte eine Rotationsbarriere von ca. 40kJ/mol bezogen auf die Energiedifferenz des Konformers mit der größten (s. Abb. 38) und der kleinsten (s. Abb. 39) inneren Energie ermittelt werden. 57 Allgemeiner Teil Ein weiteres sehr ungewöhnliches Phänomen konnte bei der Auswertung der 13 C-NMR-Spektren bei annähernd allen 2,4-di-(2-pyridyl)-substituierten trans- Isomeren (29-30, 34-40, 43, 45-47, 49) beobachtet werden. So ist es mit üblichen Messzeiten nicht möglich, das Signal für den Carbonylkohlenstoff C9 zu erfassen. Exemplarisch wurden deshalb die Parameter der 13 C-NMR-Messung von Verbindung 29 (s. Abb. 40) verändert, um so das Signal für C9 detektieren zu können. Durch eine Verlängerung der D1-Zeit (Zeit zwischen den Einzelpulsen) von 2s auf 10s und eine Erhöhung der Anzahl der Messpulse auf 18000 war es möglich, ein sehr kleines und verbreitertes Signal bei 203.99ppm dem Carbonyl-Kohlenstoff C9 zuzuordnen, was durch HMBC-Messungen belegt CH3 6 H3CO N 5 1* 4 2* 5* C4' 7 O 9 3 2 N 5'' 2' C4* C2''/6'' 5' 136.4 2'' C6' 13 C4'' 63.0 C1'' C1-C=O C3*/5' C6 C3' C4 0 123.0 C2* C9 170 160 150 122.0 130 120 110 100 90 (ppm) Abb. 40 13C-NMR Spektrum der Verbindung 29 (100MHz; CDCl3) 58 61.0 OCH3 (C1) OCH3 N3- (C5) CH2 N7CH3 C2 121.0 (ppm) 140 62.0 (ppm) C5* C2' C5-C=O 180 136.0 C6* 3'' 190 136.2 (ppm) Aceton 200 30.9278 6' 4' 1'' 4'' C8 1' N 3' 6'' Aceton C1/5 OCH3 1 3* 4* C3''/5'' 8 O O 6* N 77.4728 77.1600 76.8400 68.3514 67.0640 65.9438 62.4233 62.1251 61.7541 53.2729 52.6037 51.9781 44.0206 138.9509 136.2305 136.0704 128.6803 128.0475 127.1601 122.6867 122.2284 121.8284 148.8796 148.4432 159.2448 157.3463 170.3227 169.7336 206.8590 203.9859 werden konnte (s. Abb. 41). 80 70 60 50 40 30 Allgemeiner Teil ( ppm ) 40 80 120 160 J3(H6,C9) ( ppm ) 8. 00 7. 00 6. 00 5. 00 200 4. 00 3. 00 2. 00 Abb. 41 HMBC-Spektrum der Verbindung 29 59 Allgemeiner Teil 3.2.3.3.2. Konformationsisomerie Zusätzlich zur cis/trans-Isomerie ist eine Reihe von Isomeren möglich, welche durch Rotation der aromatischen Substituenten um die Bindung an C2/4 und durch Ringinversion des Piperidonringes (C1, C8, N7, C6, C5, C9) in die Sesseloder Wanneform entstehen können. Abb. 42 zeigt schematisch die verO R 1 R O O N R2 N R F R 1 R N F R F R N R2 1 R R N R2 N F F F 1 3 O R 1 R O R N 5 N R 2 R F 1 R N O R F N R 2 R F 1 R R N R 2 N F F 2 F 4 6 Abb. 42 Konformationsisomere der 9-Oxo-BNDS schiedenen Konformationsisomere der 3-F-phenyl-substituierten 9-Oxo-BNDS, wobei die Enantiomere zu 5 und 6 bewusst nicht angegeben sind, da sie im 1Hund 13 C-NMR-Spektrum nicht detektierbar sind. Theoretisch sind jedoch 8 Konformationsisomere möglich. Die Sessel-Wanne-Konformere 2-6 sind jedoch in ihrer Entstehung nicht begünstigt, es sei denn der Substituent R2 an N7 ist sterisch sehr anspruchsvoll wie ein t-Butyl- oder Adamantylrest.101 Die im Rahmen dieser Arbeit synthetisierten 3-F-phenyl-substituierten 9-OxoBNDS (21-27) weisen, sofern sie in der cis-Konfiguration vorliegen, mehrfache Signalsätze auf. Mehrere in dem Sinn, als dass nicht genau unterschieden werden kann, ob es sich um zwei unsymmetrische oder vier symmetrische Isomere handelt. Im Folgenden wird anhand der 1H- und 13 C-NMR-Spektren der Verbindungen 23 und 24 dieses Problem näher erläutert. Es handelt sich bei diesen Verbindungen um cis/trans-Isomere des 3,7-Dibenzyl-2,4-di-(3-fluor- 60 Allgemeiner Teil phenyl)-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester. Erstaunlicherweise konnte ohne eine Abwandlung der Synthesevorschrift im einen Fall das cis- und im anderen Fall das trans-Isomer erhalten werden. Der einzige Unterschied bei der Synthese ist, dass im Fall des cis-Isomer 23 nach Abdestillieren des Lösungsmittels säulenchromatographisch gereinigt wird, während das trans-Isomer 24 direkt nach Abdestillieren des Lösungsmittels und Umkristallisieren aus Methanol erhalten wird. Im 1H-NMR-Spektrum der cis-Verbindung 23 wird der Unterschied zu den ciskonfigurierten 2,4-Di-(2-pyridyl)-9-oxo-BNDS wie z.B Verbindung 51 (s. Abb. 34), die eine komplett symmetrische Struktur aufweist, deutlich. Für die Protonen 6 7 5 4 Ar-H 9 OCH3 8 O O H3CO N O OCH3 1 3 N 3.7761 3.7452 3.7199 3.7022 3.6959 3.5457 3.5172 3.4888 3.4712 3.4516 3.3108 3.2748 3.2458 3.2192 2.7912 2.7615 2.6958 2.6662 2.6030 2.5727 4.9927 4.9473 4.8772 4.8406 7.3326 7.3200 7.3035 7.2676 7.2543 7.1653 7.1489 7.1091 7.0933 7.0731 7.0377 7.0163 7.0018 6.9828 6.9658 6.9475 6.9071 6.8894 6.8401 6.8294 H2/4 werden vier Singuletts und für die Protonen H6/8 ebenfalls ein vierfacher 2 F F N3-CH2 N7-CH2 H6/8 8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 0.5431 0.8404 0.5372 2.4394 2.7999 6.4225 1.9648 18.453 Integral H2/4 3.0 2.5 (ppm) Abb. 43 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 23 (400MHz; CDCl3) Signalsatz detektiert. Die genaue Zuordnung der Signale im 1H-NMR-Spektrum erfolgt im Wesentlichen über das 13 C-NMR- und das HMQC-Spektrum (s. Abb. 44), da die Signale der NCH2-Gruppen und der Protonen H6/8 erheblich überlagert sind. Die Protonen für die Methylengruppe an N3 können als Multiplett 61 Allgemeiner Teil bei 3.22-3.31ppm zugeordnet werden. Die Protonen der Methylengruppe an N7 zeigen ein weit aufgespaltenes AB-System bei 3.22-3.31ppm (m) und 3.77ppm (d; 12Hz). Den Protonen der Methylengruppe an N3 wird das Multiplett bei 3.453.55 zugeordnet. Die Signale der aromatischen Protonen können nicht genau differenziert werden. ( ppm ) N3-CH2 40 H6/8 H2/4 60 N7-CH2 80 100 120 140 ( ppm 8 . )0 0 7. 00 6. 00 Abb. 44 HMQC-Spektrum der Verbindung 23 62 5. 00 4. 00 3. 00 68 190 67 20 66 165.5 165.0 180 63.7 65 63.6 164.5 63.5 164.0 170 63.4 64 163.5 (ppm) (ppm) 63.3 163.0 160 63.2 63.1 63 63.0 162.5 62.9 162.0 62.8 62 62.7 161.5 150 140 61 130 C2/4 120 60 59 58 53.2365 53.2219 53.1565 52.5237 52.4727 200 203.6 57.4189 204.0 58.7719 58.7355 58.6991 C9 60.1248 204.4 63.4562 63.2743 63.2234 63.1216 62.9834 62.9543 62.9106 62.8961 66.9403 66.9112 66.8967 66.6857 66.5184 133.1318 130.6587 130.4696 130.2078 130.1641 130.1278 130.0332 129.9532 129.8732 128.8839 128.7821 128.7094 128.2366 128.1857 127.9674 127.7347 125.7198 125.6253 125.6035 124.7815 124.7670 124.6506 117.0204 116.8604 116.8313 116.7949 116.6349 116.2785 116.2275 116.0602 116.0093 115.9002 115.6893 115.1437 115.0492 115.0201 114.9474 114.8455 77.4800 77.1600 76.8400 66.9403 66.9112 66.8967 66.6857 66.5184 63.4562 63.2743 63.2234 63.1216 62.9834 62.9543 62.9106 62.8961 60.1248 58.7719 58.7355 58.6991 57.4189 53.2365 53.2219 53.1565 52.5237 52.4727 Allgemeiner Teil C3'/3* 6 O H3CO 6* 5 5* 1* 4* 110 57 4 N O 7 9 3 N 2* 100 56 8 O 1 2 1' OCH3 F (ppm) 62. C6/8 55 6' 161.0 2' 5' 3* 3' 4' F (ppm) 90 80 54 70 N7CH2 53 60 OCH3 C1/5 N3CH2 (ppm) 52 51 Abb. 45 13C-NMR-Spektrum der Verbindung 23 (100MHz; CDCl3) 63 Allgemeiner Teil Mehrfache Signalsätze können auch im 13 C-NMR-Spektrum (s. Abb. 45) für alle Kohlenstoffatome insbesondere C9, C2/4, C1/5, C6/8 gefunden werden. Die Zuordnung der aromatischen Kohlenstoffe der 3-fluor-substituierten Phenylringe, welche alle infolge der C,F-Kopplung zusätzlich zur Konformationsisomerie in Dubletts aufspalten, erfolgt über deren C,F-Kopplungskonstanten. Es kann nicht mit endgültiger Sicherheit zwischen einem vierfachen (halben) Signalsatz bezogen auf vier symmetrische Isomere oder einem doppelten (vollen) Signalsatz bezogen auf zwei unsymmetrische Isomere unterschieden werden, da sich auch hier die Signale teilweise überlagern. Die einzige Möglichkeit einer Unterscheidung liegt in der Betrachtung eines Protons/Kohlenstoffatoms, welches auf einer möglichen Symmetrieebene (senkrecht durch N3/7 und C9) liegt, und für jedes Isomer immer nur ein Signal erzeugt. Demzufolge müssten für das Kohlenstoffatom C9 vier Signale im Fall von vier unterschiedlichen, symmetrischen oder nur zwei Signale im Fall von zwei unterschiedlichen, unsymmetrischen Isomeren gefunden werden. Tatsächlich findet man zwei Signale für das Kohlenstoffatom C9, eines ist jedoch verbreitert, so dass es sich auch um ein überlagertes Signal und somit um mehr als zwei Isomere handeln könnte. Frühere Hochtemperaturmessungen ähnlicher Verbindungen konnten ebenfalls keinen Aufschluss über die tatsächliche Anzahl und Art der in Lösung vorhandenen Isomeren geben. Bei der Untersuchung der Verbindung 2,4-Di-(3fluorphenyl)-3-methyl-9-oxo-7-propyl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester99 konnten ebenfalls im 1H-NMR Spektrum im Bereich von 4.5ppm vier Singuletts für die Protonen H2/4 detektiert werden. Es konnten zwei verschiedene Koaleszenztemperaturen gefunden werden. Die erste bei 318K (∆G#=70.3kJ/mol) und eine zweite bei 333K ((∆G#=70.9kJ/mol). Bei 318K koaleszieren die vier Singuletts zu zwei Singuletts und bei 333K koaleszieren diese zu einem Singulett. Die beiden Aktivierungsenthalpien sind einmal der Rotation der aromatischen Substituenten um die C2/4-Achse und zum anderen der Ringinversion des nieder-substituierten Piperidinringes zuzuordnen. 64 3.80 3.70 3.60 3.50 3.40 5.2 OCH3 N7-CH2 3.30 4.8 3.20 4.4 3.10 4.0 3.00 3.6 2.90 3.2 2.80 0.1812 5.6 2.7110 0.8577 0.1812 0.1122 1.4743 F 2.7476 3* 0.8577 2* 2' 2.9351 2.9194 2.8916 6.0 2 2.1955 0.8160 2.1487 0.7949 0.5184 1.6243 2.1529 0.5541 N 1' 1.4743 6.4 1 2.9654 4* 4 3 0.7126 5* 1* 9 0.5541 6.8 5 0.1006 0.0839 0.0730 0.0960 0.7039 6* O 3.3430 H3CO 7 3.3815 O N 2.1529 3.4390 3.4345 3.4099 18.000 0.2247 6 1.6243 Integral 0.1064 Ar-H 0.5184 3.5968 7.2 3.6341 3.7212 3.7142 3.6972 3.6827 3.6732 7.6 0.7949 2.1487 3.90 3.7906 3.8487 3.8216 8.0 0.8160 2.1955 Integral 3.8487 3.8216 3.7906 3.7212 3.7142 3.6972 3.6827 3.6732 3.6341 3.5968 3.4390 3.4345 3.4099 3.3815 3.3430 2.9654 2.9351 2.9194 2.8916 2.7476 2.7110 4.5792 5.2415 6.8073 6.7985 6.7922 6.7600 6.7410 6.6735 6.6488 7.2480 7.2392 7.2297 7.2196 7.2019 7.1962 7.1804 7.1609 7.0068 7.0005 6.9854 6.9797 6.9639 6.9582 6.9424 6.9361 Allgemeiner Teil 8 O OCH3 6' 5' 3' 4' F H2/4 (ppm) 2.8 OCH3 N3-CH2 H6/8 (ppm) 2.70 Abb. 46 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 24 (400MHz; CDCl3) 65 70 66 69 6 O H3CO 6* 5* 190 68 164.5 180 67 164.0 163.5 (ppm) 170 66 163.0 162.5 65 162.0 160 64 161.5 161.0 150 63 160.5 (ppm) 140 62 130 C2/4 120 61 60 59 1* 5 4* 4 110 58 N 7 O 9 3 1 N 2 2* 1' 3* 2' F 100 (ppm) 57 Abb. 47 13C-NMR-Spektrum der Verbindung 24 (100MHz; CDCl3) 90 56 80 55 54 52.8583 52.5819 52.5382 52.2182 165.0 53.7311 200 2 60.3212 203.2 61.5359 203.6 62.6342 C9 64.0817 204.0 64.4963 68.2714 68.2569 67.7114 67.6968 77.4801 77.1600 76.8472 68.2714 68.2569 67.7114 67.6968 64.4963 64.0817 62.6342 61.5359 60.3212 53.7311 52.8583 52.5819 52.5382 52.2182 116.6131 116.3949 116.1403 115.9148 115.6966 115.4856 114.9837 114.7728 168.9335 168.4097 164.3437 163.7691 161.8924 161.3178 140.5075 140.4420 138.8272 138.7690 137.9907 136.5505 130.2369 130.1787 130.0987 129.8077 129.7277 128.8621 128.7603 128.2220 128.0329 127.1892 124.8615 124.8470 124.5997 124.5706 203.5494 Allgemeiner Teil C3'/3* 8 O OCH3 6' 5' 3' 4' F (ppm) 70 60 53 50 OCH3 C1/5 N7-CH2 N3-CH2 C6/8 52 51 Allgemeiner Teil Im Fall von trans-Isomeren, veranschaulicht am Beispiel der Verbindung 24 können keine Konformationsisomere entdeckt werden. Im 1H-NMR-Spektrum (s. Abb. 46) wird ein voller Signalsatz für jedes Proton detektiert. Die Zuordnung der einzelnen AB-Systeme der NCH2-Gruppen und der Protonen H6/8 erfolgt über Interpretation der COSY-, HMQC- und HMBC-Messungen. Im 1H-NMR-Spektrum ist ersichtlich, dass ebenfalls eine geringe Menge der cis-konfigurierten Konformationsisomere enthalten ist. Auch im 13 C-NMR-Spektrum (s. Abb. 47) können keine Konformationsisomere der trans-konfigurierten Verbindung 24 nachgewiesen werden. Es wird für alle Kohlenstoffatome ein voller, einfacher Signalsatz detektiert. Die aromatischen Kohlenstoffatome werden anhand ihrer C,F-Kopplungskonstanten zugeordnet. Gut erkennbar ist auch die J4(C,F)Kopplung der Kohlenstoffatome C2/4, welche mit 1.5Hz angegeben werden kann. 3.2.4. Synthese der 2,4-Di-(3-fluorphenyl)-3,7-dimethyl-9-oxo-3,7-diazabi- cyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure 26 Ausgehend vom 3,7-Dimethyl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredibenzylester 25 sollte durch katalytische Hydrierung die freie 1,5Dicarbonsäure 26 (s. 6.6.2) erhalten werden (s. Abb. 24f), die durch anschließende Decarboxylierung in das 1,5-unsubstituierte Keton übergehen sollte. Die Reaktion wird in EtOAc unter Zugabe von Palladium auf Kohle als Katalysator durchgeführt. Die Hydrierung erfolgt bei Raumtemperatur mit einem H2-Druck von 2.5bar. Schon nach 2h Reaktionszeit kann kein Edukt mehr im DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc; RF=0) detektiert werden. Vielmehr existiert nur noch ein Substanzfleck auf der Höhe des Startpunktes. Nachdem das Lösungsmittel im Vakuum abdestilliert wurde, wird der Katalysator abfiltriert und mit viel MeOH gewaschen. Man erhält nahezu quantitativ (93%) die 1,5Dicarbonsäure 26, die sehr leicht in verd. NaOH-Lösung löslich ist. Die Verbindung liegt gemäß des 1 H-NMR-Spektrums (s. Abb. 48) ebenfalls in mehreren Konformationsisomeren vor. So können sowohl für die Protonen H2/4 67 1.7746 2.5000 2.4962 2.4539 2.2765 3.3486 3.3347 3.1636 3.0120 2.9874 2.9584 2.9319 4.4654 4.4490 4.4017 4.3859 7.5907 7.5737 7.5459 7.5263 7.3994 7.3830 7.3647 7.3483 7.1709 7.0515 7.0345 6.9821 6.9575 Allgemeiner Teil CH3 6 5 6* 5* 4* 7 MeOH 8 O O HO N 1* 2* 4 9 3 N CH3 DMSO O OH 1 1' 2 6' 5' 2' 4' 3* 3' F N3-CH3 F N7-CH3 Ar-H 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.8084 2.7126 1.7552 H6/8 2.0798 H2O 2.0000 1.9833 1.0521 0.8400 1.0762 0.8764 0.8989 1.0707 Integral H2/4 2.0 (ppm) Abb. 48 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 26 (400MHz; DMSO-d6) vier Singuletts, als auch für die Protonen H6/8 ein mehrfacher Signalsatz detektiert werden. Eine Decarboxylierungsreaktion konnte nicht beobachtet werden. Selbst unter drastischen Bedingungen in konz. HCl bei 250°C unter Rückfluss konnte nur eine Zersetzung der 1,5-Dicarbonsäure 26 festgestellt werden, jedoch keine Decarboxylierung, welche mittels eines mit Ba(OH)2 gefüllten Gärröhrchenaufsatzes auf dem Rückflusskühler detektiert werden sollte. Nach der Regel von Bredt121 (In Brücken-Bicyclen kann die Ausbildung einer von einem Brückenkopf ausgehenden Doppelbindung verhindert werden, wenn die Anordnung zu großer Spannung führt. Bicyclo[x.y.z]alk-1-ene sind nur stabil wenn x+y+z ≥ 7.) ist die Ausbildung einer Doppelbindung am Brückenkopfatom des vorliegenden Bicyclononan[3.3.1]-systems, welche essentiell zur Ausbildung der EnolZwischenstufe bei der Decarboxylierung ist, hier grenzwertig noch möglich. Bislang ist eine erfolgreiche Decarboxylierung einer β-Ketocarbonsäure des Bicyclo[3.3.1]nonan-typs nur einmal gelungen102. Es handelt sich hierbei um den 68 Allgemeiner Teil 3-Methyl-9-oxo-3-azabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurediethylester, welcher erfolgreich in konz. HCl über offener Bunsenbrennerflamme 16h unter Rückfluss zum 1,5-unsubstituierten Keton reagierte. Der Reaktionsmechanismus geht allerdings wahrscheinlich nicht über die sonst übliche Enol-Zwischenstufe, sondern über die Bildung eines monocyclischen Intermediats, welches durch eine Retro-Mannich-Reaktion gebildet wird. Nach erfolgter Decarboxylierung der monocyclischen Zwischenstufe recyclisiert diese wieder im Sinne einer MannichKondensation103. Mehrere Versuche wurden unternommen, um analog zu Verbindung 25 die Verbindung 31 zur 1,5-Dicarbonsäure durch katalytische Hydrierung umzusetzen. Eine Reaktion konnte mit den oben genannten Reaktionsbedingungen nicht erreicht werden. Auch durch eine Erhöhung des H2-Drucks auf 50bar und der Temperatur auf 60°C konnte keine Reaktion festgestellt werden. Die Reaktionslösung verfärbte sich mit zunehmender Zeit dunkel, und auch im DC (Stat. Phase: bas ALOX; FM: EtOAc) konnte keine Umsetzung registriert werden, sondern nur eine Zunahme von mehreren Flecken, welche durch Zersetzungsprodukte hervorgerufen wurden. Möglicherweise chelatisiert die Verbindung 31 den Katalysator, sodass eine Reaktion verhindert wird. Jedoch kann auch bei einer Zugabe des Katalysators im Überschuss keine Reaktion zur gewünschten 1,5-Dicarbonsäure erreicht werden. 69 Allgemeiner Teil 3.2.5. Synthese der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ole 56-62 modifiziert nach104 3.2.5.1. Optimierung der Synthese Die Synthese der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan9-ole (Triole) 56-62 (s. 6.7.1) sollte durch Reduktion der Aceton-1,3dicarbonsäuredimethylester-Partialstruktur erreicht werden. Problematisch erweist sich die Reduktion der Methylester in Gegenwart von PyridinSubstituenten. Die einzigen literaturbekannten Synthesen beschränken sich im Wesentlichen auf die Reduktion von in 2,4-Stellung di-phenyl-105, di-(2methoxyphenyl)-106, di-(2-methylthiophenyl)-substituierte106 LiAlH4 in THF. Comba et al. 76 9-Oxo-BNDS mit gelang die Synthese der Verbindung 60 in zwei Syntheseschritten, wobei zuerst das Keton an C9 mit NaBH4 in MeOH reduziert wurde. Dabei entsteht jedoch nicht wie erwartet der sekundäre C9-Monoalkohol, sondern eine Mischung aus diesem und Verbindungen, bei welchen bereits einer oder beide Methylester an Position 1,5 zu primären Alkoholen reduziert wurden. Im anschließenden Schritt wird dieses Gemisch mit LiAlH4 in THF vollständig reduziert. Als Produkt wird das Triol 60 mit 35%-iger Ausbeute isoliert. Die Hydroxygruppe an C9 weist hierbei eine syn-Stellung auf, d.h. sie ist dem 2pyridyl-substituierten Piperidinring zugewandt. Ob die schlechte Ausbeute an der Entstehung von unerwünschten Nebenprodukten durch Reduktion der PyridinSubstituenten liegt, die in der Literatur beschrieben ist107,108, oder ob die Isolierung des Produkts aus dem Hydroxidschlamm, welcher bei der hydrolytischen Aufarbeitung des LiAlH4-Ansatzes entsteht, die Ursache ist, bleibt fraglich. Wahrscheinlich tragen beide Gründe dazu bei. Um diese Probleme zu umgehen, wurde nach einer alternativen Reduktionsmethode gesucht. Als Modellsubstanzen wurden HZ2 und 3FLB verwendet. Folgende Reduktionsmittel wurden untersucht: LiAlH476, Li(Et)3BH109, K(secBu)3BH110 und NaBH4/MeOH104 (s. Tab. 4). In Bezug auf die untersuchten Reduktionsmethoden erwies sich die Methode von Soai et al.104 den anderen als klar überlegen, da nur im Fall von Li(Et)3BH als Reduktionsmittel das gewünschte 70 Allgemeiner Teil Reduktionmittel LiAlH4 HZ2 als Edukt Unübersichtliches Produktgemisch in geringer Ausbeute. 3FLB als Edukt Unübersichtliches Produktgemisch in geringer Ausbeute. Li(Et)3BH Reaktionslösung verfärbt sich braun/rot. Keine Isolierung des Produkts. 24% Verbindung 56 aus MeOH/H2O; Smt.: 188°C K(sec-Bu)3BH Reaktionslösung verfärbt sich braun/rot. Keine Isolierung des Produkts. Unübersichtliches Produktgemisch in geringer Ausbeute. NaBH4/MeOH 60% Verbindung 60 aus CHCl3; Smt.: 200°C (Zers) 65% Verbindung 56 aus CHCl3; Smt.: 195°C Tab. 4 Reduktionsversuche der Verbindungen HZ2 und 3FLB Produkt isoliert werden konnte. Somit wurden 10mmol des entsprechenden 9-Oxo-BNDS (HZ2, 3FLB, 21-23, 28, 33) in wasserfreiem THF gelöst und unter Rückfluss mit der 15-fachen Menge an NaBH4 (5.7g; 150mmol) versetzt. Über einen Zeitraum von 1-2h werden langsam 25ml (617mmol) wasserfreies MeOH zur Reaktionslösung getropft. Dieser Vorgang wird nach 2h mit 1.9g (50mmol) NaBH4 und 5ml (123mmol) MeOH gegebenenfalls wiederholt, sofern noch Edukt im DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: CHCl3/MeOH 20+5; RF=0.4-0.5) detektiert werden kann. Dies kann mehrmals bis zur vollständigen Umsetzung erfolgen (s. Abb. 24d). NaBH4 reagiert bei langsamer Zusetzung von MeOH zu verschiedenen Alkoxyhydroboraten (BH3(OCH3)-, BH2(OCH3)2-, BH(OCH3)3-), welche eine höhere Reduktionsstärke aufweisen als NaBH4 und somit zur Reduktion von Methylestergruppen in der Lage sind.104 Unklar bleibt jedoch, ob alle Alkoxyhydroborate und in welchem Verhältnis diese bei der Reaktion entstehen. Die besten Reaktionsausbeuten konnten insbesondere dann erzielt werden, wenn die eingesetzten Edukte kleine Substituenten an N3 und N7 aufweisen wie z.B. HZ2 oder 3FLB. Im Fall der 2,4-di-(3-fluorphenyl)-substituierten Verbindungen hat man es mit Konformationsisomeren zu tun, deren Anzahl theoretisch verdoppelt wird durch die syn/anti-Stellung der sekundären Hydroxygruppe an C9. Demzufolge, aber auch da es sich bei den Triolen um extrem polare Verbindungen handelt, erwies sich die Aufarbeitung v.a. das Um71 Allgemeiner Teil kristallisieren als nahezu unüberwindliche Hürde. Ein geeignetes Chromatographiesystem zur Trennung der verschiedenen Konfigurations- und Konformationsisomere konnte nicht gefunden werden. Erstaunlicherweise konnte beim Versuch, Verbindung 58 umzukristallisieren, nicht das trans-Isomer, sondern das cis-Isomer in einer geringen Menge sauber auskristallisiert werden. Da das Edukt 22 jedoch nachweislich zu 100% als trans-Isomer vorlag (s.u.), musste eine geringfügige Isomerisierung im Sinne einer Retro-Mannich-Reaktion unter diesen Bedingungen ebenfalls stattgefunden haben. Dieses Phänomen wurde auch von Holzgrabe et al. beobachtet.61,100 Zur weiteren Synthese wurde 3.8323 3.7496 3.7452 3.7225 3.7180 3.6682 3.6315 3.3613 3.2660 3.2616 3.2357 3.2312 2.9768 2.9490 2.8183 2.7868 2.7817 2.4698 4.6746 5.2693 7.2657 7.2600 7.2461 7.0270 7.0207 7.0056 6.9999 6.9866 6.9753 6.9689 6.9532 6.9462 6.8199 6.8010 6.7334 6.7082 jedoch das Rohprodukt der Verbindung 58 eingesetzt. CH3 6 5 6* 5* 4* 1* 7 OCH3 8 O O H3CO N 4 9 3 N O 1' 2 6' 5' 2' 2* N7-CH3 OCH3 1 4' 3* 3' F H6/8 F H2/4 7.6 7.2 6.8 6.4 6.0 5.6 5.2 4.8 4.4 4.0 3.6 3.2 2.8 3.0000 2.0430 1.0068 2.9926 1.1703 1.1002 0.9959 0.9916 0.9934 0.9670 2.1796 8.7278 Integral 8.0 3.0186 1.0124 N3-CH2 Ar-H 2.4 2.0 (ppm) Abb. 49 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 22 (400MHz; CDCl3) Abb. 49 zeigt das 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 22, die typischerweise für eine trans-konfigurierte Verbindung einen einfachen Signalsatz für jedes Proton aufweist. Im 13 C-NMR-Spektrum (s. Abb. 50) kann ebenfalls ein einfacher Signalsatz für alle Kohlenstoffatome beobachtet werden. Die aromatischen Kohlenstoffatome der 3-Fluorphenyl-Substituenten wurden über ihre J(C,F)- 72 72 O 200 20 70 165.0 190 164.0 180 68 163.0 170 66 6 H3CO 6* 5* 162.0 160 150 64 140 62 130 60 58 1* 4* 120 56 O 5 4 110 7 9 3 1 N 2 2* 100 C1/5 54 1' 2' 3* F 90 52 44.2388 C3'/3* N 52.7928 52.1963 203.0 53.5929 (ppm) 61.5213 61.4122 C9 64.5254 204.0 66.6348 68.5842 68.5697 67.8277 67.8132 77.4801 77.1600 76.8472 68.5842 68.5697 67.8277 67.8132 66.6348 64.5254 61.5213 61.4122 53.5929 52.7928 52.1963 44.2388 116.5912 116.3658 116.1621 115.9366 115.7111 115.5002 115.0128 114.8019 168.8898 168.3661 164.3510 163.8273 161.9070 161.3760 140.6748 140.6020 138.8927 138.8345 138.3472 130.2005 130.1205 129.8732 129.7932 128.8767 128.1784 127.2764 124.8688 124.8543 124.6506 124.6215 203.4913 Allgemeiner Teil CH3 8 O OCH3 6' 5' 3' 4' F (ppm) 161.0 (ppm) 80 50 70 48 60 OCH3 C6/8 46 50 40 N7-CH3 N3-CH2 C2/4 (ppm) 44 42 Abb. 50 13C-NMR-Spektrum der Verbindung 22 (100MHz; CDCl3) 73 Allgemeiner Teil Kopplungen zugeordnet. Gut sichtbar mit 1.5Hz ist auch die J4(C,F)-Kopplung der Kohlenstoffatome C2/4. Völlig anders sehen die NMR-Spektren der Verbindung 58 aus. Im 1H-NMR-Spektrum (s. Abb. 51) können für die Protonen H2/4 zwei Singuletts bei 4.66ppm und 4.71ppm detektiert werden. Die Protonen H6/8 spalten in ein AB-System aus zwei Multipletts auf. Dies deutet auf einen doppelten Signalsatz für zwei symmetrische Isomere hin. Ob es sich um zwei symmetrische Rotationsisomere der aromatischen Substituenten an C2/4 oder um Sessel/Sessel und Sessel/Wanne-Konformationsisomere handelt, kann nicht mit Sicherheit festgestellt werden. Dass es sich jedoch um zwei symmetrische 13 Isomere handelt macht das C-NMR-Spektrum (s. Abb. 52) deutlich, in dem für das Kohlenstoff-atom C9 zwei Signale gefunden werden können. Im 1H-NMRSpektrum handelt es sich jedoch um jeweils ein Signal für das Proton H9 und das Proton der C9-OH-Gruppe. Somit kann eine syn/anti-Konfigurationsisomerie in diesem Fall ausgeschlossen werden. Es handelt sich somit um zwei 3.4699 3.4459 3.4396 3.2944 3.2792 3.2445 3.2325 3.0999 2.3366 2.3076 2.2867 2.2697 2.2362 2.1440 2.1144 2.0904 1.3359 1.3245 1.3081 1.2841 3.9750 4.3292 4.7143 4.6638 7.4469 7.4311 7.4166 7.4014 7.3819 7.3137 7.2941 7.2789 7.2600 7.2101 7.1924 7.1741 7.1464 7.1192 7.0169 6.9967 6.9816 6.9664 symmetrische Rotamere, hervorgerufen durch die Rotationsbehinderung der CH3 6 N 7 8 9 HO 5 6* 5* 4* 1* 4 OH 3 N OH 1 1' 2 6' 5' 2' 2* 4' 3* 3' F Ar-H N3-CH2, MeOH F 7 CH2O N -CH3 H2/4 C9-OH H6/8 H9 9.0 8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 (ppm) Abb. 51 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 58 (400MHz; CDCl3) 74 3.0 2.5 2.0 2.2221 2.0577 2.8650 3.3356 4.0243 1.9044 1.0001 0.8591 1.8240 4.1489 6.5996 0.7956 1.8975 Integral OH 1.5 1.0 0.5 81.0 84 4* 80.5 82 180 80 78 OH 4 76 3 N 1 2 2* 170 74 1' 3* 2' F 160 150 72 70 140 68 130 66 120 CH2OH 64 62 110 60 100 C2/4 58 90 (ppm) 80.0 56 54 80 52 70 50 60 N3-CH2 48 46 41.6712 41.6348 5* 1* 45.3881 6* 7 50.9307 190 5 N 54.5385 6 59.1574 58.9246 58.2190 58.1172 HO 68.2278 200 77.4728 77.1600 76.8400 80.4841 80.3532 59.1574 58.9246 58.2190 58.1172 54.5385 50.9307 45.3881 41.6712 41.6348 80.4841 80.3532 77.4728 77.1600 76.8400 68.2278 117.2532 117.0495 116.9186 116.7003 114.5764 114.4891 114.3582 114.2709 113.8636 113.7981 113.6599 113.5944 164.9110 163.6527 162.4816 161.2232 144.3699 144.3044 144.1953 144.1298 144.0571 143.9989 143.9189 143.8607 135.5467 130.5569 130.5424 129.7932 129.7132 129.6259 129.5459 128.9931 128.9058 128.2948 128.1638 127.7711 127.7420 127.7201 126.8109 125.8944 Allgemeiner Teil CH3 8 9 OH 6' 5' 3' 4' F (ppm) 50 44 40 C9 C6/8 C1/5 N7-CH3 MeOH (ppm) 42 40 Abb. 52 13C-NMR-Spektrum der Verbindung 58 (100MHz; CDCl3) 75 Allgemeiner Teil der Aromaten. Die Zuordnung der Konfiguration der C9-OH-Gruppe erfolgt mittels selektiver 1D-NOESY-Messungen, die im Abschnitt 3.2.9 näher beschrieben werden. 3.2.6. N-Debenzylierung zu den 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen 63-65 Ein Äquivalent des entsprechend N-benzyl-substituierten Triols 57-59 wird in MeOH mit einem halben Äquivalent 10% Pd/C versetzt. Man hydriert bei Raumtemperatur mit 50bar H2-Druck (s. Abb. 24e). Die Reaktion wird mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAC/EtOH 1:1; RF=0.2-0.4) kontrolliert. Nach ca. 3h ist die Reaktion beendet. Aufgrund der vorher diskutierten Anzahl an möglichen Isomeren (s. 3.2.3.3 und 3.2.5) konnte nur in geringen Mengen das gewünschte debenzylierte Triol 63-65 (s. 6.7.2) durch Kristallisation isoliert 3.7002 3.6889 3.4161 3.4029 3.3965 3.3839 3.3763 3.3574 3.3239 3.3006 3.0954 3.0853 3.0689 2.6193 2.6054 2.5922 2.5802 2.5619 2.5000 2.1932 2.1767 2.1060 2.0846 1.9318 1.9027 4.1428 4.6605 4.6492 4.4951 4.4528 4.4421 4.4314 4.3493 4.3366 4.3240 7.1658 7.1443 7.1235 7.1020 7.0825 7.0604 6.9271 6.9215 6.9057 6.9013 6.8848 werden. H2O CH3 H2/4 OH 8 9 1* 4* 4 3 1' 2 N H 5' H6/8 4' 3* 3' F N7-CH3, Aceton 6' 2' 2* H9 C9-OH OH 1 F 5.0 4.8 4.6 4.4 1.6926 6* 5* OH 0.9100 5 0.8015 HO 1.0428 7 0.8150 N 0.9495 6 DMSO 4.2 4.0 3.8 3.6 (ppm) CH2O 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 (ppm) Abb. 53 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 64 (400MHz; DMSO-d6) 76 3.0 2.5 0.8917 3.0000 0.5661 2.5781 1.8583 2.6465 1.6926 0.9100 0.9495 0.8150 1.0428 0.8015 0.9623 4.7147 0.9235 2.2262 Integral Ar-H 2.0 1.5 74 HO 6* 5* 72 150 70 140 68 66 130 64 62 1* 4* 120 60 N 7 C3'/3* 5 OH 4 3 N H 58 1 2 2* 110 1' 2' 3* F 100 56 90 54 80 52 70 C2/4 50 48 46 41.9640 40.4583 40.1455 39.9419 39.7746 39.7309 39.5200 39.3091 39.1054 38.8945 6 46.2046 160 160.0 58.3155 57.1444 57.1226 161.0 62.4470 170 162.0 63.5744 163.0 64.6582 0 66.2657 71.2992 71.2992 66.2657 64.6582 63.5744 62.4470 58.3155 57.1444 57.1226 46.2046 41.9640 40.4583 40.1455 39.9419 39.7746 39.7309 39.5200 39.3091 39.1054 38.8945 129.7077 129.6277 128.2239 128.1438 125.3798 125.3507 124.1069 124.0851 115.9603 115.7493 114.8110 114.6001 113.5163 113.3126 113.2908 111.9306 111.7196 147.9795 147.9213 144.4517 144.4299 144.3862 144.3571 163.1235 162.6507 160.7086 160.2649 Allgemeiner Teil CH3 8 9 OH 6' 5' 3' 4' (ppm) F (ppm) 60 50 44 40 C1/5 C6/8 N7-CH3 CH2O C9 (ppm) 42 40 Abb. 54 13C-NMR-Spektrum der Verbindung 64 (100MHz; DMSO-d6) 77 Allgemeiner Teil Versuche, die Verbindung 61 durch katalytische Hydrierung zu debenzylieren, führten nicht zum Erfolg. Bei Raumtemperatur und 50bar H2-Druck konnte keine Umsetzung zum entsprechend debenzylierten Produkt festgestellt werden. Eine Erhöhung der Temperatur führte schon bei 60°C zu einer Zersetzung des Edukts, jedoch in keinem Fall zur gewünschten Umsetzung. Abb. 53 und Abb. 54 zeigen die 1H- und 13 C-NMR-Spektren der Verbindung 64, die den für eine C2/4-trans-konfigurierte Verbindung charakteristischen vollen Signalsatz für jedes Proton/Kohlenstoffatom aufweist. Die Signale für die Protonen H2/4 sind verbreitert, was auf eine Rotationsbehinderung der aromatischen Substituenten hindeutet. Im 13 C-NMR-Spektrum kann für das Kohlenstoffatom C9 nur ein Signal detektiert werden, sodass es sich um nur ein Isomer handeln kann. 3.2.7. Synthese der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 66-69 modifiziert nach111 3.2.7.1. Optimierung der Synthese Die reduktive Umsetzung von 9-Oxo-BNDS zu deren epimeren 2,4-Diaryl-9hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurediestern (9-OH-BNDS) ist in der Literatur beschrieben worden. Als Reduktionsmittel wird hierbei NaBH4 ver-wendet. Ursprünglich geht diese Reaktion auf Haller und Unholzer112 zurück, die durch Verwendung von Dioxan/H2O als Lösungsmittel eine ungewöhnliche Stereoselektivität erreichen konnten. Sie isolierten selektiv immer nur das synIsomer (s. Abb. 63) bezogen auf den höher substituierten Piperidinring. Die Stellung der Hydroxygruppe an C9 wurde mit Hilfe des Nuclear Overhauser Enhancement (NOE) bewiesen. Später wurde die Reaktion von Haller und Holzgrabe (Ashauer)113,114,115 auf wasserfreies MeOH als Lösungsmittel erweitert, die dadurch in einigen Fällen das andere Isomer angereichert und im Falle von 3-Oxa-7-azabicyclo[3.3.1]nonan-9-onen105,114,115 teilweise durch Kristallisation isolieret werden konnte. Durch Auswertung der 78 13 C-NMR-Spektren der erhaltenen Isomere wurde Allgemeiner Teil auf deren Konfiguration geschlossen. So wurde über den γGauche/γAnti-Effekt der Kohlenstoffatome C2/4 bzw. C6/8 und die jeweils zu beobachtende Hochfeldverschiebung die Konfiguration der Hydroxygruppe an C9 zugeordnet. Dabei wurde dem isolierten Reduktionsprodukt der Reduktion in Dioxan/H2O die anti-Konfiguration zugewiesen, was in Opposition zu den Ergebnissen von Haller und Unholzer steht. Dies konnte ebenfalls mit Hilfe von Röntgenstrukturanalysen von 6-Hydroxy-8,9-di-(2-pyridyl)-1,3-diazaadamantan-5,7-dicarbonsäuredimethylester bestätigt werden.116 Auf das Problem der Zuordnung der einzelnen epimeren Alkohole wird in 3.2.9 näher eingegangen. Um die von Comba und Mitarbeitern76 beobachtete partielle Reduktion der Methylestergruppen durch NaBH4 zu umgehen, wurde als milderes Reduktionsmittel NaBH3(CN) verwendet111. Man setzt ein Äquivalent des entsprechenden 9Oxo-BNDS (HZ2, 3FLB, 32, 33) mit einem halben Äquivalent NaBH3(CN) in MeOH bei Raumtemperatur um (s. Abb. 24g). Da die Reaktion sehr vom pHWert abhängig ist, weil sie H+-Ionen verbraucht, wird eine Spatelspitze Bromkresolgrün zur Reaktionslösung gegeben. Ist die Reaktionslösung gelb gefärbt, beträgt der pH-Wert der Lösung ca. 3-4. Verfärbt sich die Lösung nach grün, steigt der pH-Wert über 4, worauf mit der Zugabe kleiner Mengen 1M HCl in MeOH gegengesteuert wird. Die Reaktion ist nach ca. 2-12h beendet. Nach extraktiver und säulenchromatographischer Aufarbeitung erhält man den gewünschten 9-OH-BNDS (s. 6.8.1) als syn/anti-Gemisch. Abb. 55 zeigt ein typisches 1H-NMR-Spektrum des syn/anti-Gemisches von Verbindung 67. Die Zuordnung über die Konfiguration der Isomeren beruht auf dem Vergleich der chemischen Verschiebung der Signale der beiden jeweiligen Isomeren 67a und 67b, welche durch Säulenchromatographie getrennt wurden (s. 3.2.7.2.2) und auf selektiven 1D-NOESY-Messungen, welche im Abschnitt 3.2.9 näher erläutert werden. Charakteristisch für das anti-Isomer ist das eng zusammen-fallende AB-System der Protonen H6/8 und die Tieffeldverschiebung von H9. Bezeichnend für das syn-Isomer ist das weit aufgespaltene AB-System der Protonen H6/8 und die Tieffeldverschiebung der axialen H2/4-Protonen. Dieses Phänomen konnte bei allen 9-OH-BNDS beobachtet werden. 79 80 3.10 3.00 2.90 2.80 2.70 2.60 2.50 5.0 2.40 4.5 H6/8 syn 2.30 4.0 syn 2.20 3.5 syn N7-CH3 2.10 2.00 1.8801 5.5 1.4652 6.0 1.9609 3.0 (ppm) 1.90 Abb. 55 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 67 (syn:anti 50:50) (400MHz; CDCl3) 1.4744 1.4742 1.1644 1.5334 1.4652 1.0076 1.0393 1.0090 0.4170 OH syn 1.9963 syn anti 3' 1.5334 H3' 1.1644 CH3 N 6.0093 8 2.0272 2 2.0942 N 2' 1.4742 6.5 1 1.4321 4 3 2.1870 9 0.9491 5 1.4744 7.0 OH 0.4739 0.4762 O 2.3650 2.3347 7.5 7 1.0090 8.0 N 2.4723 6 2.5026 N 1.0393 2.0330 H3CO 2.6251 H5' 2.6567 2.8101 8.5 H4' 2.0441 1.0130 0.9827 2.0020 Integral H6' 1.0076 0.4170 Integral 2.8101 2.6567 2.6251 2.5026 2.4723 2.3650 2.3347 2.1870 2.0942 2.0272 1.9963 1.9609 1.8801 3.6435 3.6296 4.0962 4.7901 4.7794 4.6272 5.0130 7.8952 7.7278 7.7241 7.7190 7.7089 7.7051 7.7001 7.6963 7.6862 7.6811 7.6767 7.2600 7.1653 7.1495 7.1350 7.1192 Allgemeiner Teil CH3 O OCH3 OCH3 1' 6' 4' 5' H2/4 H9 anti, anti H2/4 H9 syn syn (ppm) 2.5 2.0 N3-CH3 anti anti H6/8 anti OH anti 1.80 1.70 Allgemeiner Teil 3.2.7.2. Chromatographische Trennung der syn/anti-Isomere 3.2.7.2.1. Trennung der Isomeren 66a und 66b CH3 6 N 7 CH3 8 OH O 6 O N 7 8 O O 9 H3CO 5 4 9 3 N 1 OCH3 H3CO 2 4 CH3 OH 3 N 1 OCH3 2 CH3 F F 5 F F 66a 66b Abb. 56 Verbindung 66a (anti) und 66b (syn) Während der Synthese des Isomerengemisches 66 wurden bei der regulären Reaktionskontrolle des Ansatzes im DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: CHCl3; RF=0.55 (66a), RF=0.9 (66b)) zwei Flecke festgestellt. Zuerst war die Annahme naheliegend, dass es sich bei dem Fleck mit RF=0.9 um das Edukt handelt. Jedoch auch nach Verlängern der Reaktionszeit und mehrmaliger Zugabe von NaBH3(CN) ließ dieser nicht an Intensität nach. Nachdem der Ansatz durch Extraktion aufgearbeitet war, und eine Probe gegen das Edukt 3FLB aufgetragen wurde, konnte ein minimaler Unterschied im RF-Wert zu 3FLB (RF=0.95) beobachtet werden. Basierend auf dem zur Reaktionskontrolle verwendeten DCSystem wurden beide Fraktionen durch präparative Säulenchromatographie getrennt. In den 1H-NMR-Spektren (s. Abb. 57) wird deutlich, dass es sich bei den beiden Fraktionen um die jeweiligen epimeren Alkohole 66a/b handelt. Erstaunlich ist die sehr deutliche Auftrennung der beiden Alkohole auf der stationären Normalphase, die bei den analogen Isomeren 67a/b nicht erreicht werden konnte. Die stereochemische Zuordnung der Hydroxygruppe an C9 wurde durch selektive 1D-NOESY-Messungen vorgenommen, welche im Abschnitt 3.2.9 näher erläutert werden. 81 82 8.0 7.5 7.0 H3CO 6* 4* 5* Ar-H 6.5 1* 5 2* 4 6.0 7 OH 3 N CH3 66a Ar-H H6/8 H2/4 6.0 5.5 O 1 2 1' F 5.5 5.0 2' 3* 4.5 66b 5.0 4.5 4.0 4.0 3.5 (ppm) 3.5 Abb. 57 1H-NMR-Spektren der Verbindungen 66a/b (400MHz; CDCl3) 3.0 3' 4' 3.0 2.5 OCH3 6' H2/4 2.5 2.8402 F 2.2735 2.2438 2.2211 2.1724 2.1415 1.8385 3* 0.7555 1.8793 2.9229 2' 1.8776 CH3 OCH3 2.7971 6 N 2 1' 2.8793 1.9581 6.5 N 1 2.9610 2.9295 2.8979 2.8764 2* 3 O 5.6328 4* 4 9 8 1.9164 7.0 5 3.6145 3.5854 3.5798 5* 1* 5.8901 6* OH 2.0358 H3CO 7 4.1613 0.9266 O N 0.9284 4.6626 4.6398 4.4296 4.3759 2.0380 2.0491 1.2517 0.7475 1.9154 Integral 6 1.9134 0.9215 7.5 4.0410 1.2461 7.3427 7.3187 7.2600 7.2164 7.1969 7.1811 7.1773 7.1615 7.0081 6.9891 6.9746 6.9525 6.9285 8.0 0.7710 1.9427 Integral 2.7255 2.6952 2.6712 2.4635 2.4553 2.4420 2.4326 2.4244 2.3802 2.3492 2.3025 2.2779 2.2608 1.8018 3.6303 3.6240 3.5981 3.5880 3.8759 3.8203 4.6531 4.6398 7.3875 7.3673 7.3459 7.2600 7.2183 7.1981 7.1836 7.1792 7.1640 6.9929 6.9721 6.7555 6.7366 6.6981 6.6747 Allgemeiner Teil CH3 N3-CH3 OCH3 6' 5' 3' 4' F N7-CH3 OH H2O H9 (ppm) 2.0 2.0 1.5 CH3 8 9 O N3-CH3 5' H6/8 F N7-CH3 H9 H2O OH Allgemeiner Teil 3.2.7.2.2. Trennung der Isomeren 67a und 67b CH3 6 N 7 CH3 8 OH O 6 O N 7 8 O O 9 H3CO N 5 4 9 3 N 1 2 OCH3 N H3CO N 5 4 OH 3 N CH3 CH3 67a 67b 1 2 OCH3 N Abb. 58 Verbindung 67a (anti) und 67b (syn) Stat. Phase bas. ALOX (ALOX-25 UV254; 0.25mm; 60Å; BET: 200m2/g; Macherey & Nagel) Fließmittel CHCl3 CHCl3/EtOAc 1:1 CHCl3/EtOAc 1:1.5 EtOAc EtOAc/EtOH 1:1 Trennerfolg nein (RF=0.19) nein (RF=0.26) nein (RF=0.25) nein (RF=0.29) nein (RF=0.80) SiO2 (Polygram SIL G/UV254; 0.2mm; 60Å; BET: 500m2/g; Macherey & Nagel) CHCl3/EtOAc 1:1.5 CHCl3/C.Hex.*/EtOH 10:10:1105 CH2Cl2/Aceton/NH3 60:40:2105 CHCl3/C.Hex.*/EtOH 10:10:5 nein (RF=0.18) nein (RF=0.33) nein (RF=0.43) nein (RF=0.49) Cellulose (HPTLC Cellulose F254S; Merck) CHCl3 Cyclohexan Petrolether 40/60 nein (RF=1.0) nein (RF=1.0) nein (RF=1.0) SiO2-CN (HPTLC CN F254S; Merck) CHCl3 CHCl3/EtOH 10:1 CHCl3/EtOH 10:5 nein (RF=0.29) nein (RF=0.57) nein (RF=0.80) RP18-SiO2 (HPTLC RP-18 F254; Merck) MeOH CH3CN MeOH/H2O 70:30 MeOH/H2O 95:5 ja (RF1=0.69; RF2=0.57) nein (RF=0.37) nein (RF=0.45) nein (RF=0.67) Tab. 5 DC-Vorversuche *: Cyclohexan Zur Entwicklung einer Trennmethode der Isomeren 67a/b wurden Vorversuche auf verschiedenen DC-Systemen durchgeführt, um einen geeigneten Ausgangspunkt zur Optimierung zu haben. Es wurden verschiedene Normalphasen als auch RP-Phasen mit unterschiedlich polaren Fließmitteln untersucht, die in Tab. 5 zusammengefasst sind. 83 Allgemeiner Teil Die einzige, erfolgreiche Antrennung der beiden epimeren Alkohole gelang auf RP18-SiO2 mit MeOH als Fließmittel. Deshalb wurde dieses System als Ausgangspunkt für die weitere Methodenentwicklung herangezogen. Die Entwicklung der RP-SiO2-DC-Platten erfolgte in einer waagerechten DCKammer. Ab einem Wasseranteil von mehr als 30% war eine Entwicklung der DC-Platten nicht mehr möglich. Aus diesem Grund wurde die Methode auf einem HPLC-System entwickelt. Dieses war wie folgt aufgebaut: Pumpe : Bischoff-HPLC-Pumpe Modell 2200 Integrator : Hewlett Packard HP3394 Säule : LiChrocart LiChrosphere RP-18 (125x4mm I.D.; 5µm; nicht endcapped) (Merck) Fließmittel : MeOH / Phosphatpuffer 20mM pH9.55, 55:45 (V/V) Injektionsmenge : 4µg Flussrate : 1ml/min Detektion : UV 254nm (Knauer UV-Detektor) Das Fließmittel wurde mit unterschiedlichen Pufferanteilen und unterschiedlichen pH-Werten variiert. Die beste Trennung als Kompromiss aus Peakbreite und Retentionszeit konnte mit oben genanntem Fließmittel erreicht werden. Dieses HPLC-Trennsystem konnte anschließend zur präparativen Trennung auf ein Mitteldruck-Flashchromatographiesystem mit folgenden Eckdaten übertragen werden: Stat. Phase : LiChroprep RP-18 (40-63µm mesh) (Merck) Säulenabmessungen : 370 x 25mm Fließmittel : MeOH / Phosphatpuffer 20mM pH9.55 55:45 (V/V) Auftragemenge : 100mg Flussrate : 8.5ml/min bei 1.8bar (N2) Detektion : UV 254nm (Knauer UV-Detektor) 84 Allgemeiner Teil Verb. 67a/b Lauf 3 1400 1200 1000 Abs 800 600 400 200 0 0 -200 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 Peak B Peak A Zeit in min Abb. 59 Chromatogramm der Trennung von Verbindung 67a/b mittels Flashchromatographie Abb. 59 zeigt beispielhaft anhand von Lauf 3 ein Chromatogramm, das mit dem Flashchromatographiesystem erhalten wurde. Das Eluat wurde innerhalb der Zeit von 61min-93min gesammelt (Peak A: 67a). Das Eluat zwischen 93min-115min wurde als Mischfraktion verworfen. Das Eluat zwischen 115min-178min wurde getrennt gesammelt (Peak B: 67b). Analog Lauf 3 wurden insgesamt 14 Läufe durchgeführt. Die getrennten Eluate von Peak A und Peak B jedes einzelnen Laufes wurden ad hoc aufgearbeitet wie in Abschnitt 6.8.3 beschrieben. Eine kleine Probe der erhaltenen Feststoffe wurde jeweils mittels 1H-NMR analysiert, ob die Trennung erfolgreich verlaufen ist. Da die NMR-Proben jeweils sehr stark verdünnt sind, macht sich die im CDCl3 enthaltene Salzsäure bemerkbar, und es wird immer ein "zweiter" Signalsatz detektiert, der vom korrespondierenden Hydrochlorid hervorgerufen wird. Aus diesem Grund wurden die Proben mit deuteriertem Benzol als Lösungsmittel vermessen. 85 86 8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5 4 H4' H5' 5.5 N 7 O OH 3 N 2 CH3 5.5 5' 67a H4' H2/4 5.0 4.5 1 2' 5.0 1' N 3' H2/4 OH 4.5 4.0 (ppm) 4.0 Abb. 60 1H-NMR-Spektren der Verbindungen 67a/b (400MHz; C6D6) 3.5 8 3.5 3.0 3.0 2.5 4' 5' 67b 2.5 3.0219 3' 2.9426 CH3 1' N 2.0497 2.0257 1.8881 2 0.4653 N 2' 3.8882 H5' 1 2.0 3.1049 6 3 5.3675 N 4 8 2.7669 2.7354 6.0 9 6.0000 CH3 1.9882 H3CO 5 3.4431 N OH 6.1467 H3CO 7 4.1680 O N 1.9242 0.9736 6 0.9981 H6' H3' 6.5 5.2640 5.1257 7.0 0.9302 2.0000 2.0772 1.8993 1.9503 Integral H3' 6.6915 6.6789 6.6757 6.6631 6.6612 6.9605 7.5 2.3238 3.2224 8.0 7.3557 7.2635 7.2490 7.2452 7.2301 7.2257 7.1600 8.5 8.1096 8.0900 8.4202 8.4101 H6' 1.9430 2.0384 Integral 1.8224 2.0257 2.7335 2.7032 2.6741 2.6445 2.3730 3.5025 4.4451 5.0746 6.6871 6.6745 6.6713 6.6688 6.6587 6.6568 6.9599 7.9688 7.9498 7.3551 7.2490 7.2452 7.2295 7.2257 7.2099 7.1600 7.1101 8.4051 8.3950 Allgemeiner Teil OCH3 O OCH3 6' 4' N3-CH3 N7-CH3 H6/8 H9 OH (ppm) 2.0 CH3 OCH3 9 O OCH3 6' N7-CH3 N3-CH3 H6/8 H9 Allgemeiner Teil Abb. 60 zeigt die 1H-NMR-Spektren der Verbindungen 67a/b. Die Zuordnung der Konfiguration der Hydroxygruppe an C9 erfolgt mittels selektiven 1D-NOESYMessungen, welche in Abschnitt 3.2.9 erläutert werden. 3.2.8. Synthese der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 70-76 Die Synthese der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester (9-OAc-BNDS) 70-76 (s. 6.9.1) erfolgt formal durch Umsetzung von einem Äquivalent des entsprechenden 9-OH-BNDS (66a, 67a, 6769) mit einem Äquivalent des entsprechenden Carbonsäurechlorids und Zusatz von 1.5 Äquivalenten 1,8-Diazabicyclo[5.4.0]undec-7-en (DBU) als Hilfsbase in wasserfreiem CHCl3 bei Raumtemperatur (s. Abb. 24h). Im Fall der 9-OAc-BNDS 70a und 71a werden als Edukt die diastereomerenreinen 9-OH-BNDS 66a und 67a eingesetzt. Die restlichen Verbindungen 72-76 werden mit den Diastereo- merengemischen 67-69 entsprechend synthetisiert. Einzige Ausnahme stellt die Synthese der Verbindung 76 dar, welche nicht nach der obigen Methode zugänglich war. Hier musste das relativ unreaktive Decanoylchlorid mit Hilfe von Zinkstaub als Lewissäure aktiviert werden.126,127 Erklärt wird dies durch den starken +I-Effekt der Alkylkette des Decanoylchlorids, welche den elektrophilen Charakter der Carbonylgruppe abschwächt, sodass dieser unzureichend für eine Reaktion mit der Hydroxygruppe an C9 des 9-OH-BNDS ist. Bei der Synthese der Verbindungen 74 und 76 konnte jeweils nur ein Epimer isoliert werden, obwohl in beiden Fällen das Diastereomerengemisch 67 als Edukt eingesetzt wurde. In den übrigen Fällen, bei welchen die jeweiligen Diastereomerngemische zur Synthese eingesetzt wurden, konnte bezogen auf die Isomerenverhältnisse ein vergleichbares Diastereomerengemisch als Produkt isoliert werden. Da die 9-OAc-BNDS 74 und 76 nach säulenchromatographischer Reinigung durch Kristallisation in nur geringer Ausbeute (13% und 15%) erhalten wurden, ist es nicht auszuschließen, dass das jeweils andere Epimer ebenfalls entstanden ist, jedoch nicht isoliert werden konnte. 87 Allgemeiner Teil Unerklärlich ist ebenfalls die erfolglose Acetylierung der 9-OH-BNDS 66b und 67b zu den entsprechenden Produkten 70b und 71b, zumal Verbindung 67 als Diastereomerengemisch nach der allgemeinen Synthesevorschrift problemlos zum Gemisch 71 acetyliert werden konnte. Repräsentativ für die Verbindungen, welche als Diastereomerengemisch isoliert werden konnten, wird das 1H-NMRSpektrum des Gemischs 71 (s. Abb. 62) betrachtet. Die Zuordnung der jeweiligen Isomeren erfolgt über deren Isomerenverhältnis und durch Vergleich des 1H-NMR-Spektrums der diastereomerenreinen Verbindung 71a (s. Abb. 61). 2.4761 2.4452 2.3126 2.2817 2.1996 1.9616 1.9414 3.6921 4.3810 6.1223 8.4678 8.4577 7.9817 7.9614 7.7518 7.7474 7.7329 7.7285 7.7133 7.7095 7.2600 7.1912 7.1887 7.1760 7.1729 7.1602 7.1577 Dieses wurde mit Hilfe von selektiven 1D-NOESY-Messungen (s. 3.2.9) CH3 6 N 7 8 OR O H3CO N 5 4 9 3 N OCH3 O OCH3 1 2 CH3 2' COCH3 1' N 3' 5' N7-CH3 4' R=COCH3 H6/8 H2/4 8.5 8.0 H5' 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.9808 2.9664 1.9897 2.9246 1.9800 5.9915 1.9495 0.9857 H9 2.0069 2.2428 H3' H4' 1.9934 1.9887 Integral H6' N3-CH3 6' 2.0 (ppm) Abb. 61 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 71a (anti) (400MHz; CDCl3) untersucht und konnte als das anti-Isomer identifiziert werden. Wie auch schon für die 1H-NMR-Spektren der 9-OH-BNDS beobachtet, zeichnen sich die antiIsomere durch das eng zusammenfallende AB-System der H6/8-Protonen und einer noch deutlicheren Tieffeldverschiebung des Protons H9 aus. Für die synIsomere ist ein weit aufgespaltenes AB-System für die Protonen H6/8 und eine Tieffeldverschiebung der Protonen H2/4 charakteristisch. 88 2.90 2.80 2.70 2.60 2.50 2.40 5.0 4.5 2.30 4.0 2.20 3.5 2.10 3.0 2.00 2.5 4.9620 1.0597 1.0902 1.2135 1.6644 2.1478 H9 anti syn 0.8257 3' 4.9620 H6/8 syn OCH3 anti 2.0001 1.9774 1.9723 1.9527 1.9325 5.5 1' N 6.1473 CH3 2' 2.1125 2 2.1402 1 2.1478 O 2.1914 N 8 1.6644 6.0 3 1.0256 4 9 0.7314 H3' syn anti OR 2.2438 6.5 5 7 2.2741 N N 1.2135 O 2.3057 7.0 0.3587 H3CO 2.4382 2.0906 6 1.0902 1.0597 7.5 0.5077 H5' 2.4692 8.0 H4' 2.0889 0.9608 1.0701 2.0554 Integral H6' 2.6845 2.7167 8.5 0.8257 Integral 2.7167 2.6845 2.4692 2.4382 2.3057 2.2741 2.2438 2.1914 2.1402 2.1125 2.0001 1.9774 1.9723 1.9527 1.9325 3.6820 3.5911 4.3721 4.6133 5.4543 6.1147 8.4583 8.4508 8.0599 8.0397 7.9734 7.9539 7.7443 7.7253 7.7064 7.2600 7.1823 7.1798 7.1741 7.1647 7.1552 7.1520 Allgemeiner Teil CH3 OCH3 syn OCH3 6' 4' 5' R=COCH3 H2/4 syn anti (ppm) 2.0 N3-CH3 COCH3 syn anti anti N7-CH3 COCH3 anti syn syn H6/8 anti (ppm) 1.90 Abb. 62 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 71 (syn:anti 45:55) (400MHz; CDCl3) 89 Allgemeiner Teil 3.2.9. Stereochemie der sekundären Alkoholfunktion an C9 Durch die Reduktion des Ketons an C9 zum sekundären Alkohol können zwei Konfigurationsisomere entstehen. Zum einen das syn-Isomer, welches sich dadurch auszeichnet, dass die sekundäre Hydroxygruppe zum höher substituierten Piperidinring zeigt, und zum anderen das anti-Isomer, bei dem die Hydroxygruppe über dem nieder-substituierten Piperidinring steht (s. Abb. 63). HO 9 H H R R R 1 N R 3 Ar H 6 2 4 Ar 1 5 H H H H 8 N 7 R 2 Ar 1 2 4 H 1 R syn R 5 H H OH 9 N 3 Ar H 6 H H 8 N 7 H R 2 anti Abb. 63 syn/anti-Isomerie der C9-OH-Gruppe Um die Stereochemie der C9-OH-Gruppe zu bestimmen, wurden selektive 1DNOESY-Messungen durchgeführt, bei denen selektiv das Proton H9 angeregt wurde. Diese Messungen erscheinen sinnvoll, da die zu erwartenden Effekte zwischen dem Proton H9 und H2/4 bei anti- und H9 und H6/8 bei synKonfiguration aufgrund der enormen Rigidität des bicyclischen Ringsystems und der räumlichen Nähe der zu betrachtenden Protonen relativ ausgeprägt sein müssen. 3.2.9.1. Der NOE-Effekt Um den NOE-Effekt (Nuclear Overhauser Enhancement) auch Kern-OverhauserEffekt genannt, verstehen zu können, muss im Folgenden auf die Grundlagen der NMR-Spektroskopie näher eingegangen werden. Der NOE-Effekt beruht auf Dipol-Dipol-Wechselwirkungen von räumlich benachbarten Spinsystemen A und X, welche homo- als auch heteronuklear sein können. Eine skalare Kopplung zwischen beiden ist nicht erforderlich. Wird die Resonanz des Spinsystems von A durch selektive Anregung gesättigt, so kann vor allem bei kleinen Molekülen 90 Allgemeiner Teil mit kleinem τc (Korrelationszeit für die Reorientierung des Moleküls) eine Zunahme der Signalintensität des benachbarten Spinsystems X beobachtet N4 (1) X A N3 N3' A N4' (2) X N1 N2 W0 N2' W2 N1' Abb. 64 Energieniveauschemata der Spinsysteme A und X im Ausgangszustand (1) und im angeregten Zustand (2) durch Anregung des Spinsystems A. werden. Durch die selektive Anregung des Spinsystems A werden die Besetzungsverhältnisse N3 (β(A), α(X)) zu Lasten von N1(α(A), α(X)) und N4(β(A), β(X)) zu Lasten von N2(α(A), β(X)) erhöht, was formal durch die schwarzen Balken angezeigt wird (s. Abb. 64(1)). Ein höherer Balken bedeutet eine höhere Besetzungszahl. α symbolisiert den Grund- und β den angeregten Zustand des jeweiligen Spinsystems. Die Intensität eines NMR-Signals ist proportional zum Besetzungsunterschied des angeregten und nicht angeregten Zustand Nα-Nβ. Da die selektive Anregung von Spinsystem A das Gleichgewicht von (1) stört, versucht dieses durch den Doppelquantenübergang W2 das Besetzungsverhältnis von N1' zu Lasten von N4' zu erhöhen (s. Abb. 64(2)). Dies hat zur Folge, dass die Besetzungsunterschiede N1'-N2' und N3'-N4' vergrößert werden, sodass sich dadurch die Intensität des Signals für X erhöht. Ebenfalls versucht das Gleichgewicht der Störung durch den Nullquantenübergang W0 entgegenzuwirken, wodurch sich das Besetzungsverhältnis von N2' zu Lasten von N3' erhöht. Dadurch verkleinern sich die Besetzungsunterschiede N1'-N2' und N3'-N4', was eine Abnahme der Intensität des NMR-Signals für X zur Folge hat. Die Differenz beider Relaxationsprozesse W2-W0 ergibt die Signalverstärkung durch den NOE-Effekt. In der Regel überwiegt der Übergang W2 bei kleinen Molekülen, 91 Allgemeiner Teil bei Makromolekülen überwiegt W0. Die Differenz W2-W0 auch Kreuzrelaxation genannt wird in Lösung durch folgende Gleichung beschrieben: 2 2 1 ⎛ µ ⎞ 1⎛ h ⎞ W2 − W0 = ⎜ 0 ⎟ ⎜ ⎟ γ 2A γ 2X τc 6 r ⎝ 4 π ⎠ 2 ⎝ 2π ⎠ µ0 : Magnetische Feldkonstante h : Planck'sches Wirkungsquantum γ : Gyromagnetisches Verhältnis τc : Korrelationszeit für die molekukare Reorientierung r : Abstand der untersuchten Kerne Somit ist die Signalverstärkung durch den NOE-Effekt proportional zum Kehrwert der sechsten Potenz des Abstandes beider Kerne. Das bedeutet, dass der NOEEffekt nur bei definierter, räumlicher Nähe gut messbar ist. Dies ist bei den Molekülen, die hier betrachtet werden, gegeben (s. Abb. 63). Durch die Rigidität des bicyclischen Ringsystems sind die Abstände der Protonen H9 und H2/4 des anti-Isomers und H9 und H6/8ax des syn-Isomers konstant im Bereich von 2.5Å (Berechnet mit Hilfe von DS-Viewer Pro 5.0 in Bezug auf Cyclohexan). 3.2.9.2. Selektive 1D-NOESY-Messungen Zur Bestimmung der absoluten Konfiguration an C9 wurden selektive 1DNOESY-Messungen durchgeführt. Diese spezielle Form der NOE-Messung wurde erstmals von Stonehouse und Mitarbeitern entwickelt.117 Üblicherweise wurden NOE-Effekte bis dahin mittels NOE-Differenzmessungen untersucht, bei denen ein Kontrollspektrum vom Spektrum, bei dem ein Signal selektiv angeregt wurde, subtrahiert wird. Die resultierenden Differenzspektren zeigen demnach prinzipiell nur die Signale des angeregten Spinsystems und die der Spinsysteme, welche damit kreuzrelaxieren. In der Praxis werden jedoch "unsaubere" Spektren erhalten, da die Subtraktion anfällig ist, und teilweise erhebliche Artefaktsignale hervorbringt, die eine Differenzierung von den durch Kreuzrelaxation erzeugten 92 Allgemeiner Teil d1 p12 : Delay : Powerlevel des sel. Puls sp12 : Pulsform d8 : Mischzeit Gz : Feldgradient in z-Richtung SPFGE NOESY Aquisition Abb. 65 Pulsdiagramm des selektiven 1D-NOESY-Experiments Signalen erschwert. Bei der selektiven 1D-NOESY-Messung wird auf eine Subtraktion von Spektren verzichtet. Die NOE-Effekte werden direkt gemessen. In Abb. 65 ist die dreiteilige Pulssequenz des 1D-NOESY-Experiments dargestellt. Zuerst wird durch eine SPFGE-Sequenz (Single Pulsed Field Gradient Excitation) das interessierende Spinsystem angeregt. Dies geschieht durch einen 90°x-High-Power-Puls, der alle Spinsysteme in y-Richtung phasiert. Diese werden durch Anlegung des Gradienten G1z dephasiert. Ein selektiver 180°x-Puls invertiert die Phase des interessierenden Spinsystems in die -yRichtung. Ein weiterer Feldgradient G1z dephasiert alle anderen Spinsysteme, bis auf das angeregte Spinsystem, vollständig, sodass für diese keine transversale Restmagnetisierung resultiert. Anschließend werden durch die typische NOESY-Sequenz die NOE-Effekte, welche auf In-Phase-PolarisationTransfer des angeregten Spinsystems auf räumlich benachbarte Systeme übertragen werden, detektiert. Die Feld-gradienten G2z und G3z dienen lediglich zur "Reinigung" der detektierten Signale. Mit Hilfe dieser Technik ist es möglich, NOE-Spektren von exzellenter Qualität zu erhalten, da auf Subtraktion von Spektren verzichtet wird und daraus resultierende Differenzartefakte nicht auftreten. NOE-Effekte von weniger als 0.1% können noch detektiert werden, da das Signal-Rausch-Verhältnis (SNR) um das 1.5-fache besser ist als bei herkömmlichen NOE-Differenzmessungen. In 93 Allgemeiner Teil der Praxis beobachtet man jedoch leicht schlechtere SNR aufgrund von Diffusionseffekten, die während der Mischzeit D8 auftreten.117 Im resultierenden 1D-NOESY-Spektrum sind neben dem umgekehrt phasierten, angeregten Signal für H9 die Intensitätsänderungen der Signale der in Wechselwirkung stehenden Spinsysteme zu sehen. Da es sich hier um kleine Moleküle handelt, müssen die NOE-Effekte stets in positiver Phase zum angeregten Signal detektiert werden. Zur Abschätzung der maximal möglichen Mischzeit D8 wird die Spin-Gitter-Relaxationszeit T1 des jeweiligen angeregten H9-Signals ermittelt. Dies geschieht durch Messungen nach der Spin-RecoveryMethode. Hierbei wird das Spinsystem des zu betrachtenden Signals mit einem 180°x'-Puls angeregt. Nach einer Wartezeit D7 (im Bereich von ms) wird ein 90°x'-Puls eingestrahlt, der die Restmagnetisierung Mz in die y'-Richtung lenkt. Die Wartezeit, bei der die Restmagnetisierung My'=0 ist, lässt auf die Relaxationszeit T1 schließen, da T1=D7/ln2. Mischzeiten, die größer sind als die Relaxationszeit T1 des angeregten Signals, sind nicht sinnvoll, da NOE-Effekte darüberhinaus durch Verlust von Magnetisierung, wieder abnehmen. Deshalb: D8 ≤ T1. 94 Allgemeiner Teil 3.2.9.2.1. Probenvorbereitung Verb. Stoffklassse Einwaage [mg] 70a 71a 76 56 58 60 61 63 64 65 9-OAc-BNDS 9-OAC-BNDS 9-OAC-BNDS Triol Triol Triol Triol Triol Triol Triol 16.3 15.4 11.7 12.4 15.7 12.4 14.7 10.2 11.9 12.7 Stoffmenge [µmol] 31.6 31.9 20.0 29.6 31.7 32.3 31.9 25.2 29.4 32.5 Solvens CDCl3 CDCl3 CDCl3 DMSO-d6 CDCl3 CDCl3 CDCl3 DMSO-d6 DMSO-d6 CDCl3 Tab. 6 Probenvorbereitung Alle zu untersuchenden Verbindungen wurden in Standard-NMR-Röhrchen (180x5mm) eingewogen und mit dem entsprechenden Lösungsmittel zu 5cm aufgefüllt. Alle Proben wurden mit Argon 15min lang entgast. 3.2.9.2.2. Diskussion der Messergebnisse In Tab. 7 sind die Ergebnisse der selektiven 1D-NOESY-Messungen aufgelistet. Beispielhaft werden die Spektren der Messungen der Verbindung 71a (s. Abb. 66) als Vertreter der 9-OAc-BNDS und die Spektren von Verbindung 60 (s. Abb. 67) als Vertreter der Triole aufgeführt. Verb. Selekt. Puls T1(H9) [ms] 70a 71a 76 56 δ (H9) [ppm] 5.92 6.12 6.13 4.01 265ms/8Hz/75dB 265ms/8Hz/75dB 265ms/8Hz/75dB 265ms/8Hz/75dB 1230 1300 1250 360 58 3.98 265ms/8Hz/75dB 520 60 3.85 265ms/8Hz/75dB 500 61 4.08 265ms/8Hz/75dB 540 63 4.15 265ms/8Hz/75dB 360 64 3.69 265ms/8Hz/75dB 360 NOE (D8 [ms]) H2/4 (700) H2/4 (700) H2/4 (700) H6/8ax; CH2O; CH2OH; C9-OH (360) H6/8ax; CH2O; C9-OH (520) H6/8ax; CH2O (500) H6/8ax; CH2O (540) H6/8ax; CH2O; C9-OH (360) H6/8ax; CH2O; C9-OH (520) Konfiguration anti anti anti syn syn syn syn syn syn Tab. 7 Ergebnisse der sel.1D-NOESY-Messungen 95 Allgemeiner Teil CH 3 N 6 H 3 CO 8 7 OR O 9 5 N O OCH 3 1 3 4 2' 2 N CH 3 1' N 6' 3' 5' 4' R=COCH 3 H9 H2/4 a b c d e 8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 ppm Abb. 66 sel. 1D-NOESY-Spektren der Verbindung 71a (anti) (a: 1H-NMR-Spektrum 400MHz, CDCl3; b: selektive Anregung von H9; c: D8=300ms; d: D8=500ms; e: D8=700ms) CH 3 6 N 7 8 9 HO N 5 OH OH 1 3 4 N CH 3 2' 2 1' N 6' 3' 5' 4' H9 CH2O H6/8ax. a b c d 8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 ppm Abb. 67 sel. 1D-NOESY-Spektren der Verbindung 60 (syn) (a: 1H-NMR-Spektrum 400MHz, CDCl3; b: selektive Anregung von H9; c: D8=300ms; d: D8=500ms) 96 Allgemeiner Teil Als Konsequenz zu den Ergebnissen aus Tab. 7 ergibt sich die Zuordnung der Stereochemie der Edukte der gemessenen Verbindungen, da die Stereochemie an C9 nachträglich nicht mehr verändert wurde. Innerhalb der Gruppe der 9-OHBNDS und 9-OAc-BNDS erfolgt die Zuordnung der syn/anti-Isomere der nicht explizit vermessenen Verbindungen durch Vergleich der chemischen Verschiebungsmuster der Protonen H6/8, H2/4 und H9 im 1H-NMR-Spektrum und der Verschiebungen der Kohlenstoffatome C6/8, C2/4 und C9 im 13 C-NMR- Spektrum (s. 6.8, 6.9). Innerhalb der Gruppe der Triole können keine Regelmäßigkeiten bezüglich der chemischen Verschiebungen im 1H- und 13 C-NMR- Spektrum gefunden werden. Deshalb muss die Zuordnung der Stereochemie an C9 bei jeder einzelnen Verbindung durch NOE-Messungen belegt werden. Interessant dabei ist, dass für alle Triole eine syn-Konfiguration der C9-OHGruppe gefunden wird, lediglich die Zuordnung von Verbindung 62 konnte nicht erreicht werden, da die Signale für die Protonen H9 und C9-OH überlagern. Aufgrund der vielen möglichen Konfigurations- und Konformationsisomere (s. 3.2.3.3), bedingt durch die als Edukte zur Synthese eingesetzten 9-Oxo-BNDS, war die Aufarbeitung der Triole erheblich erschwert. In der Regel konnten nur kleine Mengen durch Kristallisation gewonnen werden. Da die NMR-Spektren der Rohprodukte sehr unübersichtlich sind, kann demnach nicht ausgeschlossen werden, dass bei der Reduktion auch das anti-Isomer entstehen kann. Bei den Verbindungen 59 und 65 wurden HO 9 H H R R R 1 R N 3 H 6 2 4 Ar C1 5 H H Ar H N 7 H C8 H 2 R 6 2 4 Ar R C1 5 H H 1 R N 3 Ar H syn anti C 8 C 8 C 1 C 1 OH γ Anti nacheinander OH 9 γ Gauche H H C8 H 2 7 R N die Protonen H9, H6/8ax und H2/4 selektiv angeregt und sel.1D-NOESY-Messungen mit D8-Zeiten im Bereich von 300-700ms durchgeführt. Es konnten keine NOE- OH Effekte gefunden werden. Somit kann bei diesen Verbindungen über die Stereochemie der Substituenten an C9 keine Aussage gemacht werden. Abb. 68 γGauche- und γAnti-Effekt Nachfolgend in Tab. 8 ist die Vor- 97 Allgemeiner Teil gehensweise bei der stereochemischen Aufklärung der Substituenten an C9 der Verbindungen 56-76 dargelegt. In Bezug auf Abschnitt 3.2.7, in dem die Problematik der Stellung der OH-Gruppe der 9-OH-BNDS angedeutet wurde, kann jetzt Klarheit bezüglich der widersprüchlichen Ergebnisse von Haller und Unholzer112 gegenüber denen von Holzgrabe und Mitarbeitern113 geschaffen werden. Beide Arbeitsgruppen isolierten nach Reduktion von HZ2 mit NaBH4 in Dioxan/H2O gemäß den angegebenen NMR-Daten und in Übereinstimmung mit den Ergebnissen dieser Arbeit das anti-Isomer des 9-Hydroxy-3,7-dimethyl-2,4di-(2-pyridyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 67a bzw. das N3-H, N7-Methyl-Derivat. Somit kann die von Holzgrabe und Mitarbeitern getroffene Zuordnung des anti-Isomers über Hochfeldver- schiebungen der Kohlenstoffatome C6/8 als Folge des γGauche-Effekts (s. Abb. 68) der C9-OH-Gruppe bestätigt werden. Gerade bei Substituenten an C9 mit erhöhter Elektronegativität wie -OH, -F, -NH2 können mit grosser Wahrscheinlichkeit auch hochfeldverschiebende γAnti-Effekte zu den Kohlenstoffatomen C6/8 beobachtet werden, die auf hyperkonjugative oder Wechselwirkungen der rückwärtigen Orbitallappen des bindenden Cγ- mit denen des CαOrbitals zurückgeführt werden können (s. Abb. 69).88 H H β O Cγ Cα β C O C α C 1 Abb. 69 Mögliche Modelle für das Auftreten von negativen γAnti-Effekten 1 : Hyperkonjugative Wechselwirkung 2 : Wechselwirkung der rückwärtigen Orbitallappen 98 C γ 2 Allgemeiner Teil Verb. ermittelt durch Verb. 56 Stereochemie an C9 syn ermitelt durch 67a Stereochemie an C9 anti sel.1D-NOESY 57 syn Edukt von 63 67b syn Vergleich mit 67a 58 syn sel.1D-NOESY 68 ** 59 * * 69 Vergleich mit 69a/b 60 syn sel.1D-NOESY 69a anti:syn 40:60 anti:syn 40:60 anti 61 syn sel.1D-NOESY 69b syn ** 62 * * 70a anti sel.1D-NOESY 63 syn sel.1D-NOESY 71 Vergleich mit 71a 64 syn sel.1D-NOESY 71a anti:syn 55:45 anti 65 * * 72 *** 66 Vergleich mit 66a/b 73 66a anti:syn 60:40 anti Edukt von 70a 74 anti:syn 40:60 anti:syn 40:60 anti 66b syn Vergleich mit 66a 75 *** 67 anti:syn 50:50 Vergleich mit 67a/b 76 anti:syn 45:55 anti Edukt von 71a ** sel.1D-NOESY *** *** sel.1D-NOESY Tab. 8 Übersicht über die stereochemische Zuordnung an C9 * : Konnte nicht mit sel.1D-NOESY-Messungen zugeordnet werden. ** : Vergleich mit dem Verschiebungsmuster der 9-OH-BNDS *** : Vergleich mit dem Verschiebungsmuster der 9-OAc-BNDS 99 Allgemeiner Teil 3.3. Pharmakologische Testung Zur Bestimmung der Aktivität der Testsubstanzen muss sowohl die Rezeptoraffinität als auch bei ausreichender Affinität zu einem der Opioidrezeptoren (OR), die Rezeptoraktivität durch entsprechende In-vivo-Testmodelle untersucht werden. Die Rezeptoraffinität wurde an den drei OR µ, κ und δ bestimmt. Der Vergleich der ermittelten Rezeptoraffinitäten lässt Rückschlüsse auf die Selektivität der einzelnen Testsubstanz im Hinblick auf die getesteten Rezeptoren zu. 3.3.1. Bestimmung der Rezeptoraffinität Die Rezeptoraffinität der Testsubstanzen wurde mit Hilfe von Radioligandbindungsstudien bestimmt.118 Dabei wird eine Gewebepräparation, welche den Rezeptor in großer Menge enthält, verwendet. Diese Präparation kann entweder direkt aus Modellorganismen gewonnen und aufbereitet werden oder man verwendet Zellkulturen, welche gezielt das klonierte Gen des gewünschten Rezeptors in hohem Ausmaß exprimieren. Diese Präparation wird mit einem für den jeweiligen Rezeptor hoch spezifischen, radioaktiv-markierten Liganden inkubiert. Meist kommen Tritium-markierte Liganden zum Einsatz. Nach dem Erreichen des Bindungsgleichgewichtes wird der Ansatz mehrmals gewaschen, um unspezifische Bindung des radioaktiv-markierten Liganden zu eliminieren. Anschließend wird mit einer bestimmten Konzentration der unmarkierten Testsubstanz inkubiert. Dadurch wird abhängig von der Affinität der Testsubstanz zum Rezeptor der markierte Ligand vom Rezeptor verdrängt. Das den verdrängten Liganden enthaltene Inkubationsmedium wird entweder durch Filtration oder durch Zentrifugation von der Präparation abgetrennt. Das Ausmaß der Verdrängung wird mit Hilfe eines Szintillationszählers, der die verbleibende Restradioaktivität der Präparation misst, ermittelt. Grundvoraussetzungen für die Durchführung eines derartigen Assays sind folgende Bedingungen, welche gleichermaßen für den Radioligand, als auch für die Testsubstanz gelten: 100 Allgemeiner Teil 1. Reversible Bindung zwischen Ligand und Rezeptor. 2. Ligand und Rezeptor müssen spezifisch miteinander agieren. 3. Die Rezeptor-Ligand-Interaktion muss sättigbar sein. 4. Die Bindung des Liganden zum Rezeptor sollte im Idealfall linear mit seiner Gesamtkonzentration korreliert sein. Die pharmakologische Testung der im Rahmen dieser Arbeit synthetisierten Testsubstanzen erfolgte mit Zellmembranpräparationen von unterschiedlich transfizierten CHO-K1-Zellkulturen (Chinese Hamster Ovary), welche µ-OR bzw. κ-OR exprimieren oder HEK293-Zellkulturen (Human Embryonic Kidney), welche spezifisch δ2-OR exprimieren. Alle Testsubstanzen wurden in einer Konzentration von 1µM eingesetzt. Als Radioliganden kamen [3H]-Naloxon (µOR), [3H]-CI977 (Enadolin) (κ-OR) und [3H]-D-Ala-Deltorphin (δ2-OR) jeweils in einer Konzentration von 1nM zum Einsatz. 3.3.2. Bestimmung der In-vivo-Aktivität Abgesehen von der Rezeptoraffinität einer Testsubstanz zum biologischen Zielsystem, wie in diesem Fall den OR, ist es unabdingbar zu überprüfen, ob eine affine Testsubstanz ebenfalls in der Lage ist, eine biologische Wirkung zu erzielen, also nach erfolgter Bindung an den Rezeptor eine Signaltransduktion in Gang zu setzen. Zusätzlich zu der Information, inwiefern ein Ligand Affinität zum OR zeigt, wird somit aufgezeigt, ob es sich um einen Liganden mit agonistischer oder antagonistischer Wirksamkeit handelt. Da die im Rahmen dieser Arbeit synthetisierten Verbindungen mit dem Ziel hergestellt wurden, am κ-OR hoch affin und im optimalen Fall auch selektiv zu binden, um damit verbunden zur Behandlung von starken Schmerzen eingesetzt werden zu können, wurden diese am Tiermodell bezüglich ihrer intrinsischen, analgetischen Wirkung getestet. Da man abhängig vom Entstehungsort des Schmerzreizes in somatische und viszerale Schmerzen differenziert, wurden als Schmerzmodelle der Tail-Flick- und der Phenylchinon-Writhing-Test gewählt. Im Tail-Flick-Test wird ein somatischer und im Phenylchinon-Writhing-Test ein 101 Allgemeiner Teil viszeraler Schmerzreiz imitiert, der in Abhängigkeit zur vorangegangenen Applikation der Testsubstanz einen messbaren Effekt des Modelltieres hervorruft. Tail-Flick-Test: Durch Einstrahlen eines Hitzestrahls von maximal 12s auf den Schwanzansatz des Versuchstieres (hier: Mäuse) wird ein somatischer, thermischer Schmerzreiz erzeugt. Gemessen wird hierbei die Zeit, die verstreicht, bis das Versuchstier den Schwanz wegzieht. Ist dem Versuchstier vorher eine analgetisch wirksame Substanz appliziert worden (i.v. oder p.o.), so wird im Vergleich zur Kontrollgruppe, in Abhängigkeit von der Wirkstärke der Substanz, ein größerer Zeitwert gemessen. Phenylchinon-Writhing-Test: Intraperitoneale Applikation von Phenylchinon führt beim Versuchstier (hier: Mäuse) zu messbaren, typischen Krümm- und Streckbewegungen. Diese werden innerhalb eines vorgegebenen Zeitintervalls gezählt. Durch vorherige Gabe einer analgetisch wirksamen Substanz verringert sich die Anzahl dieser Bewegungen signifikant gegenüber der Kontrollgruppe. Ausgewertet wird die Anzahl der Tiere innerhalb einer Gruppe, bei der die Applikation einer Testsubstanz zu einer Verringerung der Krümm- und Streckbewegungen geführt hat. 3.3.3. Diskussion der Testergebnisse Seitdem die analgetische Aktivität der 9-Oxo-BNDS durch Holzgrabe und Mitarbeitern61,62 entdeckt wurde, wurden zahlreiche Verbindungen dieses Typs innerhalb unseres Arbeitskreises synthetisiert und pharmakologisch charakterisiert.65,66,67 Insbesondere wurde die Verbindung HZ2 hinsichtlich ihrer pharmakologischen Aktivität am κ-OR am besten untersucht.63 HZ2 bindet mit einer Affinität von Ki=15nM am κ-OR und weist eine Selektivität von mindestens 1:100 und 1:1000 gegenüber dem µ-OR und δ-OR auf. Diese Ergebnisse wurden 102 Allgemeiner Teil anhand von Radioligandbindungsstudien an Rattenhirnhomogenaten mit [3H]Naloxon (µ-OR), [3H]-Cl-DPDPE (δ-OR) und [3H]-Cl-977 (κ-OR) als Radioliganden erhalten. HZ2 stellte sich ebenfalls in zahlreichen Untersuchungen als analgetisch wirksame Substanz heraus, was in verschiedenen In-vivoExperimenten an Mäusen, Ratten und Kanninchen gezeigt werden konnte. Im Tail-Flick-, Phenylchinon-Writhing-, Hot-Plate-, Formalin- und Randall-SelittoTest erwies sich HZ2 dosisabhängig und signifikant als wirksam, wobei in allen Tests eine maximale analgetische Wirkung erreicht werden konnte. Die sonst für opioide Analgetika üblichen Nebenwirkungen wie Obstipation, Atemdepression oder physische Abhängigkeit konnten nur in geringem Maß festgestellt werden. Einzig die durch HZ2 hervorgerufene dosisunabhängige Emesis in Frettchen verhinderte eine Weiterentwicklung von HZ2 als Arzneimittel. Dennoch repräsentiert HZ2 bis heute die Klasse der 9-Oxo-BNDS als Referenzverbindung in Bezug auf die pharmakologische Aktivität als selektiver κ-ORAgonist. Um neue dem HZ2 pharmakologisch ebenbürtige oder überlegene Verbindungen folgen zu lassen, wurden eine Reihe von strukturellen Variationen am 3,7-Diazabicyclononan-9-on-Grundgerüst vorgenommen. Diese beinhalteten Änderungen der Substituenten an Position 2/4, N3, N7 als auch die Synthese von Salzen des HZ2, von quarternären Ammoniumsalzen von N7-substituierten analogen Derivaten von HZ2.65,66,67,68 Von all diesen Verbindungen konnte lediglich bei den 2,4-di-(3-fluorphenyl)-, 2,4-di-(3-hydroxyphenyl)-, 2,4-di-(4methoxyphenyl)-substituierten 3,7-Dimethyl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan1,5-dicarbonsäuredimethylestern eine dem HZ2 vergleichbare Affinität zum κ-OR gefunden werden mit Ki-Werten von ca. 20nM.65 Jedoch zeigten diese Substanzen bei In-vivo-Untersuchungen keine analgetische Aktivität, sodass man hier aller Wahrscheinlichkeit nach entweder von Antagonisten ausgehen muss, oder aber die Bioverfügbarkeit war im Tiermodell zu gering, als dass eine Wirkung erzielt werden konnte. Unabhängig davon, ob an Position N3 oder N7 ein von einer Methylgruppe abweichender Substituent eingeführt wurde67,68, ging die Affinität zum κ-OR fast, bis vollständig verloren. Docking-Studien am Rezeptormodell des κ-OR von Brandt und Mitarbeitern119 belegen ebenfalls, 103 Allgemeiner Teil dass HZ2 sehr straff innerhalb der Bindungstasche durch zwei Salzbrücken fixiert ist. Dadurch ist das Raumangebot für Substituenten an N3 oder N7 sehr stark eingegrenzt. Die einzigen aus pharmakologischer Sicht verbleibenden, sinnvollen Variationsmöglichkeiten waren eine möglichst radikale Verkleinerung des HZ2-Grundgerüstes durch formale Spaltung der 1,5-Dicarbonsäuredimethylester, formale Demethylierung an N3 und/oder N7 oder Reduktion des C9-Ketons und/oder der Methylester in Position 1/5. Zudem sollten die 9-OH-BNDS durch Acylierung weiter derivatisiert werden. Diese Variationen wurden ausgehend von den beiden Verbindungen HZ2 und 3FLB realisiert, da diese die beiden Vertreter mit der höchsten Affinität zum κ-OR darstellen. Nachfolgend sind in Tab. 9 die Ergebnisse der Radioligandbindungsexperimente aufgeführt. Alle Testsubstanzen wurden in einer Konzentration von 1µM eingesetzt. Die experimentelle Durchführung der Assays ist im Experimentellen Teil unter Abschnitt 6.10.1 beschrieben. Die Strukturformeln der getesteten Verbindungen sind dem Anhang (s. 7.1.3-7.1.6) zu entnehmen. Durch die formale Hydrolyse der 1,5-Dicarbonsäuredimethylester von 3FLB zur freien 1,5-Dicarbonsäure 26 geht die Affinität zum κ-OR vollständig verloren, sodass vermutet werden kann, dass die Ester essentiell für die Wechselwirkung zum Rezeptor ist. Bestätigt wird dies durch die Ergebnisse der Triole, bei welchen durch die Reduktion der Aceton-1,3-dicarbonsäuredi-methylesterstruktur des HZ2-/3FLB-Grundgerüsts (Verbindungen 56, 60, 63-65) die Affinität ebenfalls vollständig verloren geht. Wird lediglich das C9-Keton reduziert, so geht im Fall der 3FLB-analogen Verbindungen 66a (anti) und 66b (syn) die Affinität zum κ-OR weitestgehend verloren, wohingegen bei den HZ2-analogen Verbindungen 67a (anti) und 67b (syn) eine hohe Affinität zum κ-OR festgestellt werden kann. Wird das Diastereomerengemisch 67 acetyliert, so kann bei dem resultierenden Diastereomerengemisch 71 die Affinität zum κ-OR aber auch zum µ-OR weiter erhöht werden. Vergleicht man die Ergebnisse der Verbindungen 67a/b, 67, 71 und 71a untereinander, so scheint die moderate Affinität zum µ-OR des Diastereomerengemisches 71 ausschließlich durch das syn-Isomer hervor- 104 Allgemeiner Teil Verb. Klasse HZ2 9-Oxo-BNDS 3FLB 25 26 27 31 56 60 63 64 65 66a anti 66b syn 67 syn:anti 50:50 67a anti 67b syn 70a anti 71 syn:anti 45:55 71a anti ORL1 (% Inh.) n. getestet µ-OR (% Inh.) 20 δ2-OR (% Inh.) <10 9-Oxo-BNDS 9-Oxo-BNDS Dicarbonsäure 9-Oxo-BNDS (N7-δ-Adresse) 9-Oxo-BNDS n. getestet 21 <10 <10 <10 <10 <10 16 <10 <10 <10 <10 κ-OR (% Inh.) Ki=0.015µM* Ki=1.2µM** Ki=0.026µM*** <10 <10 16 51 <10 62 Triol Triol Triol Triol Triol 9-OH-BNDS <10 <10 <10 <10 <10 <10 79 Ki=0.2µM <10 <10 11 <10 <10 <10 <10 <10 <10 <10 <10 <10 <10 <10 <10 <10 <10 17 9-OH-BNDS <10 28 <10 38 9-OH-BNDS <10 24 <10 55 9-OH-BNDS <10 <10 <10 55 9-OH-BNDS <10 20 <10 69 9-OAc-BNDS <10 <10 <10 24 9-OAc-BNDS <10 45 <10 79 Ki=0.036µM 9-OAc-BNDS <10 <10 <10 71 Ki=0.029µM Tab. 9 Ergebnisse der Radioligandbindungsexperimente * : Rattenhirnhomogenat ([3H]-CI-977)65 ** : CHO-K1-Zellen ([3H]-CI-977)67 *** : CHO-K1-Zellen ([3H]-Diprenorphin)65 gerufen zu werden, da das diastereomerenreine Isomer 71a (anti) lediglich eine ausgezeichnete Affinität zum κ-OR aufweist. Dieselbe Tendenz kann bei den Vorstufen 67a/b beobachtet werden. Im Rahmen dieser Arbeit wurden ebenfalls 9-OAc-BNDS-Derivate mit längeren Acylresten synthetisiert (-CO(CH2)2CH3 und -CO(CH2)8CH3), die jedoch zum jetzigen Zeitpunkt nicht pharmakologisch charakterisiert wurden. Mit Hilfe dieser Daten könnte das Raumangebot der Bindungstasche des κ-OR auch in dieser Richtung noch ausgelotet werden. 105 Allgemeiner Teil Zusammenfassend lassen sich aus den bisher vorliegenden pharmakologischen Daten folgende Struktur-Wirkungsbeziehungen für die 3,7-Diazabicyclo[3.3.1]nonanklasse der κ-OR-Liganden ableiten: 1. Das Grundgerüst sollte an Position 2/4 mit 2-Pyridylresten substituiert sein. 2. An Position N3 und N7 dürfen keine Substituenten angebracht sein, die größer als ein Methylrest sind. 3. Das Molekül sollte an Position 1/5 mit Methylestergruppen versehen sein. 4. Der 3,7-Diazabicyclus kann an Position C9 eine -OH, -OAc oder möglicherweise auch entsprechende, sterisch anspruchsvollere Funktionen besitzen. 5. Die Stellung des Substituenten an Position C9 sollte vorzugsweise antikonfiguriert sein, bezogen auf den höher substituierten Piperidinring. Diese Ergebnisse korrelieren mit dem früher postulierten Pharmakophormodell von Holzgrabe und Brandt119. Mit Hilfe von DockingStudien wurde HZ2 innerhalb der Bindungstasche eines auf Rinderrhodopsin basierenden κOR auf Wechselwirkungen mit Aminosäuren des Rezeptors untersucht. HZ2 bindet an der Rezeptortasche zwischen den extrazellulären Loops zwei und drei. Dabei Salzbrücken werden zwei zwischen den Aminosäuren Glu297 und N3 und Abb. 70 HZ2 innerhalb der Bindungstasche des κ-OR Glu209 und N7 ausgebildet, die zu der straffen Fixierung von HZ2 im Rezeptor führen. Die Interaktion von Glu209 und dem protonierten Stickstoff N7 kann nur dann eintreten, wenn sich die N+H- und C=O-Gruppen parallel zueinander, bei einer Wannenkonformation 106 Allgemeiner Teil des Piperidonringes C9C1C8N7C6C5 anordnen. Weiterhin wurde festgestellt, dass eine bisäquatoriale Stellung der vorzugsweise vorhandenen 2-PyridylSubstituenten notwendig ist für eine hohe Affinität. Weitere Untersuchungen zeigten einen benachbarten Lys200-Rest zur C9-Ketogruppe, der zur Ausbildung einer kovalenten Halbaminal-Bindung zu C9 in der Lage ist. Ob diese Interaktion jedoch unabdingbar für die hohe Affinität zum κ-OR ist, muss noch eingehender untersucht werden, da die pharmakologischen Ergebnisse der Verbindungen 67a/b deutliche Affinität zum κ-OR belegen, bei gleichzeitigem Fehlen einer C9- Ketogruppe. Die Carbonsäuremethylester-Gruppen an Position 1/5 sind gemäß der Docking-Experimente auch in der Lage Wasserstoffbrücken zu Arg202 und Ser211 auszubilden. Wie die Ergebnisse dieser Arbeit ebenfalls klar belegen, sind Carbonsäureester wohl auch an der Fixierung innehalb der Bindungstasche beteiligt. Bei vollständiger Reduktion der Carbonsäureester und der C9-Ketogruppe zu den Triolen 56 (3FLB-Analogon) und 60 (HZ2-Analogon), geht die Affinität zum κ-OR vollständig verloren. Angesichts der Tatsache, dass jedoch die dabei entstehenden Hydroxygruppen ebenfalls in der Lage sein müssten als H-Brücken-Akzeptoren zu fungieren, sodass immerhin eine Restaffinität hätte beobachtet werden müssen, wirft das Ergebnis neue Fragen auf. Möglicherweise stimmen entweder die Bindungsabstände der OH-Gruppen zu den Aminosäuren Arg202 und Ser211 zur Ausbildung von H-Brücken nicht mehr oder aber das Molekül kann aufgrund der enormen Zunahme an Hydrophilie die Bindungstasche nicht mehr erreichen. Aufschluss darüber können nur weitere DockingExperimente liefern, indem die in dieser Arbeit synthetisierten und pharmakologisch untersuchten 9-OH-, 9-OAc-BNDS und Triole die früheren DockingErgebnisse und das damit verbundene Pharmakophormodell entweder bestätigen und damit erweitern oder aber widerlegen können. Mit der vorliegenden Arbeit sind die Variationsmöglichkeiten der Leitverbindung HZ2 nahezu vollständig ausgeschöpft. Die einzig sinnvolle Strukturvariation könnte nach erfolgter Auslotung des Raumangebotes in einer stereoselektiven Einführung von Substituenten an Position C9 des bicyclischen Ringsystems bestehen. Falls dadurch noch selektivere und affinere κ-OR-Agonisten erhalten 107 Allgemeiner Teil werden, sollten diese zusätzlich durch weitere Modifikationen eine hinreichende Hydrophilie aufweisen, sodass sie an der Permeation durch die Blut-HirnSchranke in soweit gehindert sind, als dass sie auschließlich peripher am κ-OR wirken können und damit für die Therapie inflammatorischer Schmerzen in Frage kommen. Das zum Teil erhebliche Nebenwirkungsspektrum zentral verfügbarer κ-OR-Agonisten dürfte eine Einführung in die Schmerztherapie weitestgehend verhindern. 108 Zusammenfassung 4. Zusammenfassung R 2 R OH OH N O d HO R R=CH3 Ar Ar 2 OH O OH N R R=CH3 Ar OCH3 Ar N Ar R + R-Cl / - HCl h R N N O O OH Ar 1 66-69 (s. 6.8) CH3 O O H3CO 1 HO 2 OR O H3CO N 1 OH O g R=Benzyl f R1=R2=CH3 Ar=m-F-Phenyl N Ar N R HO O HZ2, 3FLB (s. 6.2), 21-25, 27-55 (s. 6.6.1) R1 und/oder R2=Benzyl Ar=m-F-Phenyl R O OR 1 2 N RO 56-62 (s. 6.7.1) e R N N Ar 2 OCH3 Ar N R CH3 63-65 (s. 6.7.2) Ar 1 70-76 (s. 6.9) F F 26 (s. 6.6.2) Abb. 71 Syntheseschema der Zielverbindungen (s. auch Abb. 24) In der vorliegenden Arbeit wird die Synthese von verschiedenen bicyclischen Substanzklassen gemäß des folgenden Syntheseschemas (s. Abb. 71) beschrieben. Es wurden verschiedene 2,4-di-(2-pyridyl)- oder 2,4-di-(3-fluorphenyl)substituierte 9-Oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure-diester (9Oxo-BNDS: 21-25, 27-55) synthetisiert, welche 1. teilweise als Vorstufen zur Synthese von 1,5-Di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen (Triole: 56-65) eingesetzt wurden, 109 Zusammenfassung 2. teilweise als Vorstufen zur Synthese von 9-Hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylestern (9-OH-BNDS: 66-69) verwendet wurden, die ihrerseits zu 9-O-Acyl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylestern (9-OAc-BNDS: 70-76) umgesetzt wurden oder 3. als Vorstufe zur Synthese der 9-Oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure 26 dienten. Die 9-Oxo-BNDS wurden aus den kommerziell erhältlichen Aceton-1,3-dicarbonsäuredimethyl- (ADS-Me), -ethylester (ADS-Et) oder den ADS 1-3 synthetisiert, die ihrerseits ausgehend von ADS-Me und den entsprechenden Alkoholen durch Umesterung hervorgehen. Die ADS wurden durch eine Mannich-Kondensation mit zwei Äquivalenten eines aromatischen Aldehyds und einem Äquivalent eines primären Amins in MeOH zu den entsprechenden 4-Piperidon-3,5- dicarbonsäureestern (PDS: 4-20) umgesetzt, die wiederum ebenfalls durch eine Mannich-Kondensation mit zwei Äquivalenten Formaldehyd und einem Äquivalent eines primären Amins in THF oder Aceton zu den entsprechenden 9Oxo-BNDS reagieren. Dieser Syntheseschritt wurde hinsichtlich Ausbeute, Vereinfachung und Beschleunigung der Aufarbeitung optimiert. Die Stereochemie der so erhaltenen 9-Oxo-BNDS, die in Abhängigkeit vom Substitutionsmuster als cis- oder trans-Isomere entstehen, konnte mittels NMR-Spektroskopie aufgeklärt werden. Der 1,5-Dibenzylester 25 konnte durch katalytische Hydrierung mit Pd/C als Katalysator in EtOAc zur freien 1,5-Dicarbonsäure 26 umgesetzt werden (s. Abb. 71f). Die Triole 56-62 wurden ausgehend von den 9-Oxo-BNDS HZ2, 3FLB, 21-24, 28, 33 in einer Eintopfsynthese mittels NaBH4 in THF/MeOH durch Reduktion hergestellt (s. Abb. 71d). Die N3- und/oder N7-benzyl-substituierten Triole 57-59 wurden mittels katalytischer Hydrierung mit Pd/C als Katalysator in MeOH zu den entsprechenden NH-substituierten Triolen 63-65 umgesetzt (s. Abb. 71e). Mit Hilfe von selektiven 1D-NOESY-Messungen konnte die Stereochemie der Triole bezüglich der Stellung der Hydroxygruppe an C9 zugeordnet werden (s. 3.2.9). Die 9-OH-BNDS 66-69 wurden durch Reduktion der entsprechenden 9-OxoBNDS HZ2, 3FLB, 32, 33 mit Na(CN)BH3 in MeOH synthetisiert (s. Abb. 71g). 110 Zusammenfassung Die Reduktion verläuft nicht stereoselektiv, sodass die dabei entstehenden 9OH-BNDS als Diastereomerengemische durch syn/anti-Isomerie der C9-OHGruppe anfallen. Das Diastereomerengemisch 66 konnte durch präparative Säulenchromatographie in die beiden reinen Isomere 66a (anti) und 66b (syn) getrennt werden (s. 6.8.2). Das Gemisch 67 konnte durch Entwicklung einer HPLC-Methode und anschließender Übertragung auf ein Flashchromatographiesystem präparativ in die diastereomerenreinen Isomere 67a (anti) und 67b (syn) getrennt werden (s. 6.8.3). Die stereochemische Zuordnung der Konfiguration an C9 wurde durch selektive 1D-NOESY-Messungen erreicht (s. 3.2.9). Die Synthese der 9-OAc-BNDS 70-76 erfolgte durch Umsetzen des entsprechenden 9-OH-BNDS 66a, 67a, 67-69 mit einer äquimolaren Menge eines entsprechenden Carbonsäurechlorids und DBU als Hilfsbase in CHCl3 (s. Abb. 71h). Im Fall der Synthese von Verbindung 76 musste das eingesetzte Decanoylchlorid mit Zinkstaub aktiviert werden. Die Zuordnung der Stereochemie der so erhaltenen Verbindungen basiert auf selektiven 1D-NOESY-Messungen (s. 3.2.9). Die Verbindungen 25-27, 31, 56, 60, 63-66, 66a/b, 67, 67a/b, 70a, 71, 71a wurden auf pharmakologische Affinität zum κ-Opioidrezeptor (OR) untersucht (s. 3.3). Dadurch konnten die Verbindungen 71, 71a und 67a/b als hochaffine Liganden des κ-OR identifizert werden. Durch die qualitative Analyse der Struktur-Wirkungs-Beziehungen, die auf dem Vergleich der pharmakologischen Daten dieser Arbeit und vorangegangener Arbeiten basiert, konnten folgende Anforderungen an selektive Liganden des κ-OR mit 3,7-Diazabicyclo[3.3.1]nonan-Grundgerüst ermittelt werden: 1. Das Grundgerüst sollte an Position 2/4 mit 2-Pyridylresten substituiert sein. 2. An Position N3 und N7 dürfen keine Substituenten angebracht sein, die größer als ein Methylrest sind. 3. Das Molekül sollte an Position 1/5 mit Methylestergruppen versehen sein. 111 Zusammenfassung 4. Der 3,7-Diazabicyclus kann an Position 9 eine -OH, -OAc oder möglicherweise auch entsprechende, sterisch anspruchsvollere Funktionen besitzen. 5. Die Stellung des Substituenten an Position 9 sollte vorzugsweise antikonfiguriert sein, bezogen auf den höher substituierten Piperidinring. Die Verbindungen 32-55, 62, 68-69, 72-76 wurden vornehmlich als Fe(II)-Chelate hinsichtlich ihrer katalytischen Aktivität untersucht. Ergebnisse können aus Gründen der Vertraulichkeit im Rahmen dieser Arbeit nicht präsentiert werden. 112 Summary 5. Summary R 2 R OH OH N O d HO R R=CH3 Ar Ar OH O OH N R Ar OCH3 R Ar + R-Cl / - HCl h R N N O O OH N OR O OCH3 N R CH3 2 H3CO Ar 63-65 (s. 6.7.2) Ar 1 66-69 (s. 6.8) CH3 HO 1 N Ar 1 O O H3CO R=Benzyl f R1=R2=CH3 Ar=m-F-Phenyl N Ar R=CH3 OH O g HZ2, 3FLB (s. 6.2), 21-25, 27-55 (s. 6.6.1) 2 HO O N R R1 und/oder R2=Benzyl Ar=m-F-Phenyl R O OR 1 2 N RO 56-62 (s. 6.7.1) e R N N Ar 2 Ar 1 70-76 (s. 6.9) F F 26 (s. 6.6.2) Abb. 72 Synthetic pathway of the target compounds (s. also Abb. 24) The aim of the present work was the synthesis of several bicyclic compound classes as described in the following synthetic pathway (s. Abb. 72). Various 2,4di-(2-pyridyl)- or 2,4-di-(3-fluorphenyl)-substituted 9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarboxylates (9-Oxo-BNDS: 21-25, 27-55) have been synthesized, which 1. were partially used as templates for the synthesis of 1,5-di-(hydroxymethyl)3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-oles (trioles: 56-65), 113 Summary 2. were partially used as starting compounds for the synthesis of dimethyl-9hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarboxylates (9-OH-BNDS: 6669), which in turn were used for the preparation of dimethyl-9-O-acyl-3,7- diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarboxylates (9-OAc-BNDS: 70-76), 3. served as starting compound for the synthesis of the 9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarboxylic acid 26. The 9-Oxo-BNDS were prepared starting from the commercially available dimethyl- (ADS-Me) or diethylacetone-1,3-dicarboxylate (ADS-Et) or the ADS 1-3, which themselves were synthesized by transesterification of ADS-ME with the corresponding alcohols. The ADS were converted to the respective 4-piperidon3,5-dicarboxylates (PDS: 4-20) by means of a Mannich-condensation with two equivalents of an aromatic aldehyde and one equivalent of a primary amine in MeOH as a solvent. The PDS were subjected to a second Mannich-condensation with two equivalents of formaldehyde and one equivalent of a primary amine in THF or acetone to form the corresponding 9-Oxo-BNDS. This step was optimized with respect to the yields, simplification and acceleration of the refurbishment. The stereochemistry of the so achieved 9-Oxo-BNDS, which can emerge as cisor trans-isomers dependent on their substitution pattern, was elucidated by means of NMR-spectroscopy. The dibenzylcarboxylate 25 could be converted to the free dicarboxylic acid 26 by means of catalytic hydrogenation with Pd/C as catalyst in EtOAc as solvent (s. Abb. 72f). The trioles 56-62 were synthesized starting from the the 9-Oxo-BNDS HZ2, 3FLB, 21-24, 28, 33 in a one-pot-reduction-step by means of NaBH4 in THF/MeOH (s. Abb. 72d). The N3- and/or N7-benzyl-substituted trioles 57-59 were converted to the respective NH-substituted trioles 63-65 by catalytic hydrogenation with Pd/C in MeOH (s. Abb. 72e). The assignment of the hydroxygroup at C9 was achieved via selective 1D-NOESY measurements (s. 3.2.9). The 9-OH-BNDS 66-69 were perpared by reduction of of the appropriate 9-OxoBNDS HZ2, 3FLB, 32, 33 with Na(CN)BH3 in MeOH (s. Abb. 72g). The reduction does not proceed in a stereoselective manner, which in consequence leads to the isolation of syn/anti-isomers with respect to the hydroxygroup at C9. The 114 Summary isomeric mixture 66 could be resolved into both pure isomers 66a (anti) and 66b (syn) by means of preparative column chromatography (s. 6.8.2). The isomeric mixture 67 was separated in order to obtain the pure isomers 67a (anti) and 67b (syn) by preparative flash-chromatography (s. 6.8.3). The stereochemical assignment of the hydroxygroup at C9 was accomplished by selective 1DNOESY measurements (s. 3.2.9). The synthesis of the 9-OAc-BNDS 70-76 was carried out by reaction of the respective 9-OH-BNDS 66a, 67a, 67-69 with an equimolar amount of the congruent acylchloride and DBU as an auxilary base in CHCl3 (s. Abb. 72h). In the case of compound 76 the deployed decanoylchloride had to be activated with zinc dust. The stereochemical assignment of the so obtained compounds is based on selective 1D-NOESY measurements (s. 3.2.9). The compounds 25-27, 31, 56, 60, 63-66, 66a/b, 67, 67a/b, 70a, 71, 71a were investigated with respect to their pharmacological affinity to the κ-opioid receptor (OR) (s. 3.3). Compounds 71, 71a and 67a/b were identified to be highly affine ligands to the κ-OR. By means of the analysis of structure-affinity-relationships, which are based upon the comparison of the pharmacological data of the present work and previous findings, the following prerequisites for high affinity towards the κ-OR were derived for compounds bearing the 3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonanskeleton: 1. The skeleton at position 2/4 should be substituted by 2-pyridyl moieties. 2. No substituents being larger than a methyl-group should be attached to the nitrogens N3 and N7. 3. The molecule should carry a methyl carboxylate at positions 1/5. 4. The 3,7-diazabicycle may possess a -OH, -OAc or probably a respective, even sterically larger substituent at position 9. 5. The orientation of the substituent at position 9 should be preferably of anticonfiguration according to the higher substituted piperidine ring. 115 Summary The compounds 32-55, 62, 68-69, 72-76 were investigated concerning their catalytic activity mainly in their Fe(II)-chelate-form. Results cannot be presented within the limits of the present work. 116 Experimenteller Teil 6. Experimenteller Teil 6.1. Allgemeine Angaben NMR-Spektroskopie: 1 H-NMR-Spektren : Bruker Avance 400 Spektrometer (400.132MHz) Interner Standard zur Kalibrierung: Mittelpunkte der deuterierten Lösungsmittelsignale120 (CDCl3 : 7.26ppm; DMSO-d6: 2.50ppm; MeOH-d4: 3.31ppm; Benzol-d6: 7.16ppm; Aceton-d6: 2.05ppm) Digitale Auflösung: 0.25Hz/Punkt 13 C-NMR-Spektren : Bruker Avance 400 Spektrometer (100.623MHz) Interner Standard zur Kalibrierung: Mittelpunkte der deuterierten Lösungsmittelsignale120 (CDCl3: 77.16ppm; DMSO-d6: 39.52ppm; MeOH-d4: 49.00ppm; Benzol-d6: 128.06ppm; Aceton-d6: 29.84ppm) Digitale Auflösung: 0.73Hz/Punkt Zur Beschreibung der Spektren werden folgende Abkürzungen verwendet: s = Singulett, d = Dublett, dd = Dublett vom Dublett, t = Triplett, td = Triplett von Dubletts, q = Quartett, br = breites Signal, m = Multiplett, Ar-H = aromatischer Wasserstoff. Sofern nichts anderes angegeben ist, sind die Spektren mit CDCl3 als Lösungsmittel aufgenommen worden. Alle NMR-Spektren sind nachfolgend in Tabellen angegeben. Sind chemische Verschiebungen in spaltenübergreifenden Feldern angegeben, so fallen dort mehrere Signale der das Feld umfassenden Molekülteile zusammen. 117 Experimenteller Teil IR-Spektroskopie: IR-Spektren wurden mit einem Bio-Rad PharmalyzIR Spektrometer aufgenommen. Feststoffe wurden hierbei mittels einer Diamant-ATR-Einheit und Flüssigkeiten zwischen NaCl-Platten vermessen. Schmelzpunkte: Schmelzpunkte wurden mit einer Sanyo-Apparatur (Gallenkamp) MPD350.BM 3.5 gemessen. Alle Werte sind unkorrigiert. Präparative Säulenchromatographie: Aluminiumoxid 90 basisch (0.05-0.2mm) (Macherey und Nagel) Sofern nichts anderes angegeben, wurde die Aktivität des Materials auf Stufe III eingestellt. Präparative Flashchromatographie: Stat. Phase : LiChroprep RP-18 (40-63µm mesh) (Merck) Säulenabmessungen : 370 x 25mm Fließmittel : MeOH / Phosphatpuffer 20mM pH9.55, 55:45 (V/V) Auftragemenge : 100mg Flussrate : 8.5ml/min bei 1.8bar (N2) Detektion : UV 254nm (Knauer UV-Detektor) HPLC: Pumpe : Bischoff HPLC-Pumpe Modell 2200 Integrator : Hewlett Packard HP3394 Säule : LiChrocart LiChrosphere RP-18 (125x4mm I.D.; 5µm; nicht endcapped) (Merck) Fließmittel : MeOH / Phosphatpuffer 20mM pH9.55, 55:45 (V/V) Injektionsmenge : 4µg Flussrate : 1ml/min Detektion : UV 254nm (Knauer UV-Detektor) 118 Experimenteller Teil Dünnschichtchromatographie (DC): POLYGRAM-SIL G/UV254 (Macherey und Nagel) ALOX-25 UV254 (pH9) (Macherey und Nagel) RP-18 F254 (Merck) Lösungsmittel und Chemikalien: Alle Chemikalien, welche für die nachfolgenden Synthesen eingesetzt wurden, waren analytisch rein. Grundsätzlich wurden getrocknete Lösungsmittel121 verwendet, mit Ausnahme der HPLC, bei der HPLC-Grad MeOH zum Einsatz kam. Alle Lösungsmittel wurden über Argon als Schutzgas gelagert. Aceton: Nach Vortrocknen über CaCl2 wird abfiltriert und über CaSO4*0.5H2O unter Argon destilliert. Chloroform/Dichlormethan: Nach Vortrocknen über CaCl2 wird über Phosphor(V)oxid unter Argon destilliert. Diethylether: Nach mehrtägigem Stehen über CaCl2 wird abfiltriert und nach Zugabe von elementarem Natrium unter Argon destilliert. Dimethylsulfoxid: Mindestens 24h über Molekularsieb 4Å stehen lassen. Ethylacetat: Nach mehrtägigem Vortrocknen über CaCl2 wird abfiltriert und über Phosphor(V)-oxid unter Argon destilliert. Ethanol/Methanol: Käufliches absolutes Ethanol/Methanol wird über Natrium unter Argon destilliert. Tetrahydrofuran: Nach Vortrocknen über KOH wird abfiltriert und über Natrium/ Kalium-Legierung unter Argon destilliert. Folgende gebräuchliche Abkürzungen werden nachfolgend verwendet: Diethylether = Et2O, Chloroform = CHCl3, Dichlormethan = CH2Cl2, Dimethylsulfoxid = DMSO, Ethanol = EtOH, Methanol = MeOH, tert. Butanol = tBuOH, Ethylacetat = EtOAc, Tetrahydrofuran = THF, Formaldehyd = HCHO, Wasser = H2O, Aceton-1,3-dicarbonsäuredimethylester = ADS-Me, Aceton-1,3dicarbonsäurediethylester = ADS-Et. 119 Experimenteller Teil 6.2. Synthese literaturbekannter Vorstufen 6.2.1. Synthese des 1-Methyl-2,6-di-(2-pyridyl)-4-piperidon-3,5-dicarbon- säuredimethylester PyA modifiziert nach92 O O O H3CO OCH3 N N N CH3 Zu einer eisgekühlten Lösung aus 28.6ml (300mmol) frisch dest. Pyridin-2-carbaldehyd (70°C, 18mbar), 12.9ml (150mmol) 40%-ige wässriger Methylaminlösung in 150ml MeOH wird innerhalb von 1h eine Lösung aus 22.4ml (150mmol) ADS-Me in 75ml MeOH getropft. Man lässt den Reaktionsansatz über 0.5h langsam auftauen. Der Ansatz wird auf 100ml eingeengt und im Kühlschrank bei +4°C aufbewahrt. Über Nacht kristallisiert PyA aus, wird abfiltriert und mit viel Et2O gewaschen. Man erhält nach Umkristallisation aus MeOH 48.6g PyA (85%). Smt: 145°C (Zers.) (Lit.: 158°C (Zers.) (EtOAc/Et2O)92) 6.2.2. Synthese des 3,7-Dimethyl-9-oxo-2,4-di-(2-pyridyl)-3,7-diazabicyclo- [3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester HZ2 modifiziert nach122 CH3 N O O H3CO N OCH3 N CH3 120 O N Experimenteller Teil Eine Lösung von 10g (26mmol) PyA in 100ml MeOH wird auf dem Ölbad auf 65°C erhitzt. Man gibt nacheinander 5.6ml (65mmol) 35%-ige wässrige HCHOLösung und 2.5ml (33mmol) 40%-ige wässrige Methylaminlösung hinzu. Der Reaktionsansatz wird 0.5h bei 65°C gerührt. Reaktionskontrolle erfolgt mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: THF; RF=0.9). Nachdem die Reaktion beendet ist, wird der Ansatz auf 50ml eingeengt und bei +4°C aufbewahrt. Über Nacht kristallisiert HZ2 aus, wird abfiltriert und zuerst mit wenig eiskaltem MeOH, danach mit viel Et2O gewaschen. Man erhält 7.3g HZ2 (63%). Smt.: 195°C (Zers.) (Lit.: 185°C (Zers.)122) 6.2.3. Synthese des 1-Methyl-2,6-di-(3-fluorphenyl)-4-piperidon-3,5-dicarbonsäuredimethylester 3FLA modifiziert nach92 O O H3CO O OCH3 N CH3 F F Zu einer eisgekühlten Lösung aus 25.5ml (240mmol) 3-Fluorbenzaldehyd und 10.4ml (120mmol) 40%-ige wässrige Methylaminlösung in 150ml MeOH wird über einen Zeitraum von 0.5h eine Lösung von 17.7ml (120mmol) ADS-Me in 75ml MeOH getropft. Man lässt den Ansatz langsam auftauen und rührt bei Raumtemperatur 1.5h. 3FLA fällt als amorpher Feststoff an. Man filtriert ab, wäscht mit viel n-Pentan und kristallisiert aus EtOH um. Man erhält 41.4g 3FLA (90%). Smt.: 121°C (Lit.: 119-121°C65) 121 Experimenteller Teil 6.2.4. Synthese des 2,4-Di-(3-fluorphenyl)-3,7-dimethyl-9-oxo-3,7-diazabi- cyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 3FLB modifiziert nach122 CH3 N O O H3CO O OCH3 N CH3 F F Eine Lösung von 10g (24mmol) 3FLA in 100ml MeOH wird auf dem Ölbad auf 65°C erhitzt. Man gibt nacheinander 4.8ml (60mmol) 35%-ige wässrige HCHOLösung und 2.6ml (30mmol) 40%-ige wässrige Methylaminlösung hinzu. Der Reaktionsansatz wird 0.5h bei 65°C gerührt. Reaktionskontrolle erfolgt mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc/EtOH 1:1; RF=0.9). Ist die Reaktion beendet, wird das Lösungsmittel im Vakuum nahezu vollständig entfernt und der Rückstand aus EtOH umkristallisiert. Über Nacht kristallisiert 3FLB aus und wird abfiltriert. Man erhält 9.5g 3FLB (84%). Smt.: 210°C (Lit.:199-201°C65) 6.2.5. Synthese der 4-Benzoylbenzoesäure modifiziert nach123 O OH O 9.6g (49mmol) 4-Methylbenzophenon werden in 60ml t-BuOH und 20ml H2O gelöst. Die Lösung wird unter Rückfluss zum Sieden erhitzt. Unter heftigem 122 Experimenteller Teil Rühren werden 9.5g (60mmol) KMnO4 zugegeben und die Lösung 2.5h lang refluxiert. Danach werden erneut 4.7g (30mmol) KMnO4 und 20ml t-BuOH/H2O 1:1 zugegeben. Die Lösung wird solange refluxiert, bis die violette Farbe verschwunden ist (ca. 3h). Anschließend werden nochmals 4.7g (30mmol) KMnO4 und 20ml t-BuOH/H2O 1:1 zugegeben. Die Lösung wird unter Rückfluss weiter erhitzt bis die violette Farbe verschwunden ist (ca. 3h). Man lässt Abkühlen und filtriert den Ansatz über Celite. Das Lösungsmittel wird im Vakuum nahezu vollständig abdestilliert. Der Rückstand wird in 200ml 5% (m/m) NaOHLösung aufgenommen und mit 4x50ml Et2O gewaschen. Die wässrige Phase wird vorsichtig mit konzentrierter HCl angesäuert. Das Produkt wird abfiltriert und aus MeOH/H2O umkristallisiert. Man erhält 5.5g (50%) 4-Benzoylbenzoesäure. Smt.: 201°C (Lit.: 199-201°C124) 6.2.6. Synthese des 4-Benzoylbenzoesäure-N,N-diethylamid123 O N O 4g (18mmol) 4-Benzoylbenzoesäure werden in 10ml abs. Benzol und 8.9ml (123mmol) frisch dest. SOCl2 gelöst und unter Argon 4h unter Rückfluss erhitzt. Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert. Überschüssiges SOCl2 wird mit 3x20ml Toluol azeotrop abdestilliert. Der Rückstand wird in 20ml abs. CHCl3 aufgenommen und langsam in 50ml (210mmol) einer 44%-igen wässrigen Diethylaminlösung getropft. Die biphasische Lösung wird bei Raumtemperatur über Nacht gerührt. Die organische Phase wird abgetrennt, mit 2x25ml H2O gewaschen und über Na2SO4 getrocknet. Die Lösung wird im Vakuum zur Trockene eingedampft und der Rückstand aus EtOAc/n-Hexan umkristallisiert. Man erhält 4.0g (80%) 4-Benzoylbenzoesäure-N,N-diethylamid. Smt.: 75°C (Lit.: 72-73°C123) 123 Experimenteller Teil 6.3. Synthese des (RS)-4-(1-Amino-1-phenyl)methylbenzoesäure-N,Ndiethylamid-hydrochlorid modifiziert nach125 O 5' 4' 6' 3' 2' 1'' 6 5 1 1' 4 + N 2'' 2 3 NH3 Cl 6.4g (23mmol) 4-Benzoylbenzoesäure-N,N-diethylamid werden in 50ml abs. EtOH unter Argon gelöst. Man gibt 2.5g (46mmol) NH4Cl, 13.6ml (46mmol) Titan(IV)-isopropylat und 6.4ml (46mmol) frisch dest. Triethylamin zum Ansatz hinzu und rührt 20h bei Raumtemperatur. Man gibt 1.3g (34mmol) NaBH4 zur Reaktionslösung und rührt weitere 24h bei Raumtemperatur. Der Reaktionsansatz wird in 30ml 2M wässr. Ammoniak-Lösung gegossen. Der anorganische Niederschlag wird abfiltriert und mit 50ml Et2O gewaschen. Die organische Phase wird abgetrennt und die wässrige Phase mit 50ml Et2O extrahiert. Die organischen Phasen werden vereinigt und mit 2x20ml 2M HCl extrahiert. Die sauren, wässrigen Phasen werden vereinigt und mit 20ml Et2O gewaschen. Die wässrige Phase wird mit 2M NaOH-Lösung auf pH10-12 eingestellt und mit 3x25ml Et2O extrahiert. Die organischen Phasen werden vereinigt, mit 30ml ges. NaCl-Lösung gewaschen und über Na2SO4 getrocknet. Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert. Der Rückstand wird in Et2O aufgenommen und die erhaltene Lösung mit 30ml 1M HCl-Lösung in Et2O versetzt. Man lässt über Nacht bei +4°C auskristallisieren und erhält 2.8g (38%) 4-(1-Amino-1-phenyl)methylbenzoesäure-N,N-diethylamid-hydrochlorid als farblosen kristallinen Feststoff. Smt. 1 : 195°C H-NMR (DMSO-d6) : 1.04-1.11 (br; 6H; CH3); 3.15-3.41* (br; 4H; NCH2); 5.68 δ (ppm) J (Hz) (d; 4.8Hz; 1H; CH); 7.36-7.44 (m; 5H; Ar-H); 7.57-7.63 (m; 4H; Ar-H); 9.30 (s; 3H; NH3). * (von H2O verdeckt) 124 Experimenteller Teil 13 C-NMR (DMSO-d6) : 12.83; 14.01 (CH3); 38.69; 42.79 (NCH2); 56.77 (CH); δ (ppm) 126.46 (C3, C5); 127.43; 127.47 (C2, C6, C2', C6'); 128.36 (C4'); 128.80 (C3', C5'); 137.21 (C4); 138.06 (C1'); 138.97 (C1); 169.34 (C=O). IR (ATR) (cm-1) : 3400, 2970, 2880, 2600, 1620, 1510, 1430, 1280, 1100, 850, 760, 700. 6.4. Synthese der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 6.4.1. Allgemeine Synthesevorschrift zur Herstellung der Aceton-1,3- 91 dicarbonsäurediester 1-3 modifiziert nach RO O O O 1 2 3 OR Verb. 1 Keton 2 Keton:Enol 75:25 3 Keton:Enol 75:25 R -CH2-C6H5 -(CH2)6CH3 -(CH2)7CH3 8.5ml (58mmol) ADS-Me werden mit 127mmol des entsprechenden Alkohols gemischt. Die Mischung wird im Ölbad auf 180°C erhitzt. Dabei wird das bei der Umesterung entstehende MeOH sukzessive abdestilliert. Zur Vervollständigung der Reaktion wird nach 1h bei 200mbar das restliche MeOH abdestilliert. Man lässt Abkühlen und nimmt den Rückstand in 100ml Et2O auf. Man löst 6.0g (30.0mmol) Kupfer(II)-acetat-monohydrat in 200ml Wasser und gibt die resultierende Lösung zur Lösung des Rohprodukts in Diethylether. Es wird bei Raumtemperatur heftig gerührt. Nach 0.5h hat sich die Wasserphase weitestgehend entfärbt, und die Etherphase hat eine dunkelgrüne Färbung angenommen. Beide Phasen werden getrennt. Die organische Phase wird zur Trockene im Vakuum eingeengt. Der Rückstand wird 2x aus Ethanol/Wasser umkristallisiert. 125 Experimenteller Teil Der grüne Kupferkomplex wird in 200ml Et2O gelöst und mit 100ml 2.5M H2SO4 versetzt. Man rührt heftig bei Raumtemperatur. Nach 1h hat sich die Etherphase vollständig entfärbt. Die organische Phase wird abgetrennt und über Na2SO4 getrocknet. Nach Abdestillieren des Lösungsmittels im Vakuum erhält man den entsprechenden Aceton-1,3-dicarbonsäurediester als farbloses Öl. Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.4.2-0. 6.4.2. Analytische Daten der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3 Verb. Summenformel 1 2 3 C19H18O5 C19H34O5 C21H38O5 Molmasse (g/mol) 326.4 342.5 370.5 Ausbeute (% d. Th) 35 (85-9091) 95 33 IR-Daten der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3 Verb. 1 2 3 Wellenzahl (cm-1) 3090-3030, 2960, 2900, 1740, 1710, 1650, 1500, 1460, 1330, 1150, 1070, 750, 700 2960-2850, 1740, 1720, 1660, 1470, 1410, 1330, 1150, 1070, 730 --- 1 H-NMR-Daten der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3 Verb. 1 Keton 2 Keton:Enol 75:25 3 Keton:Enol 75:25 126 H1/3 3.65 (s; 4H) 3.18 (s; 2H; Enol) 3.56 (s; 4H; Keton) 5.09 (s; 1H; Enol) 12.07 (s; 1H; OH Enol) 3.20 (s; 2H; Enol) 3.59 (s; 4H; Keton) 5.11 (s; 1H; Enol) 12.09 (s; 1H; OH Enol) Ester 5.18 (s; 4H; OCH2) 7.32-7.43 (m; 10H; H2'-H6') 0.85 (t; 6.4Hz; 6H; H1') 1.18-1.36 (m; 16H; H2'-H5') 1.60 (quintett; 6.8Hz; 4H; H6') 4.09 (t; 6.8Hz; 4H; H7') 0.87 (t; 6.9Hz; 6H; H1') 1.20-1.38 (m; 20H; H2'-H6') 1.62 (quintett; 7.0Hz; 4H; H7') 4.11 (t; 7.0Hz; 4H; H8') Methode NaCl NaCl --- Experimenteller Teil 13 C-NMR-Daten der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3 Verb. 1 Keton C1/3 C2 195.06 48.78 2 Keton:Enol 75:25 41.02 (Enol) 48.97 (Keton) 91.98 (Enol) 168.07 (Enol) 195.47 (Keton) 3 Keton:Enol 75:25 41.10 (Enol) 49.06 (Keton) 92.09 (Enol) 168.17 (Enol) 195.64 (Keton) Ester 67.14 (OCH2); 128.29 (C3', C5'); 128.43 (C4'); 128.56 (C2', C6'); 135.14 (C1'); 166.44 (C=O) 14.05 (C1'); 22.59; 25.79; 28.50; 28.89; 31.71 (C2'-C6' Keton); 25.87; 28.65; 28.93 (Enol); 64.51; 65.60 (C7' Enol); 65.73 (C7' Keton); 166.83 (C=O Keton); 170.01; 172.45 (C=O Enol) 14.16 (C1'); 22.73; 25.90; 28.56; 29.25; 29.26; 31.87 (C2'-C7' Keton); 25.97; 28.72; 29.30 (Enol); 64.61; 65.72 (C8' Enol); 65.86 (C8' Keton); 166.91 (C=O Keton); 170.04; 172.52 (C=O Enol) 6.5. Synthese der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 6.5.1. Allgemeine Synthesevorschrift zur Herstellung der 2,6-Diaryl-4- 92 piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-20 modifiziert nach OH O O 1'/ 1* Ar: RO 5 4 OR 3 1 Ar 6 N R Verb. 4 5 6 7 8 9 10 11 12 Ar 2Pyridyl 2Pyridyl 2Pyridyl 2Pyridyl 2Pyridyl 2Pyridyl 2Pyridyl 2Pyridyl 2Pyridyl 2 Ar 6'/ 6* N 2'/ 2* 6'/ 6* 1' /1* 5'/ 5* 3'/ 3* 5'/ 5* 2'/ 2* 4'/ 4* 3'/ 3* 4'/ 4* F 1 R -CH3 R1 -(CH2)7CH3 Verb. 13 -CH3 -(CH2)9CH3 14 -CH3 -(CH2)11CH3 15 -CH3 -(CH2)13CH3 16 -CH3 -(CH2)17CH3 17 -CH3 Benzyl 18 -CH3 -(CH2)4-C6H5 19 -CH3 -(CH2)3-COOH 20 -CH3 -(CH2)7-COOH Ar 2Pyridyl 2Pyridyl 3-FPhenyl 2Pyridyl 2Pyridyl 2Pyridyl 2Pyridyl 3-FPhenyl -CH3 R1 -(CH2)2O(CH2)2OH 2-Picolyl -CH3 Benzyl -C2H5 -CH3 -(CH2)6CH3 -(CH2)11CH3 -(CH2)7CH3 -CH3 Benzyl -CH3 Benzyl -CH3 R -CH3 127 Experimenteller Teil 40mmol des entsprechenden aromatischen Aldehyds Ar-CHO werden unter Eiskühlung in 20ml MeOH gelöst. Es werden 20mmol des entsprechenden primären Amins R1-NH2 langsam unter Eiskühlung zugegeben. 20mmol des entsprechenden Aceton-1,3-dicarbonsäurediesters (ADS-Me, ADS-Et, 1-3) werden in 10ml MeOH gelöst und über einen Zeitraum von 1h dem Ansatz zugetropft. Man lässt unter Eiskühlung 2h weiter Rühren und lässt die Lösung danach langsam auftauen. Man rührt bei Raumtemperatur weiter bis die Reaktion vollständig ist. Die Reaktion kann mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc; RF=0.6-0.9) verfolgt werden. Der Ansatz wird nach unterschiedlichen Methoden aufgearbeitet: Methode 1 : Der Ansatz wird bei -20°C aufbewahrt. Das Rohprodukt fällt über einen Zeitraum von 24h bis mehreren Tagen aus. Man filtriert ab, wäscht mit wenig -20°C kaltem MeOH und kristallisiert aus MeOH um. Methode 2 : Der Ansatz wird auf die Hälfte seines Volumens im Vakuum eingeengt und bei -20°C aufbewahrt. Das Rohprodukt fällt über einen Zeitraum von 24h bis mehreren Tagen aus. Man filtriert ab, wäscht mit wenig -20°C kaltem MeOH und kristallisiert aus MeOH um. Methode 3 : Das Rohprodukt fällt bei Raumtemperatur aus. Man filtriert ab, wäscht mit wenig -20°C kaltem MeOH und kristallisiert aus MeOH um. Methode 4 : Das Rohprodukt fällt bei Raumtemperatur aus. Man filtriert ab, wäscht mit wenig -20°C kaltem MeOH und kristallisiert aus EtOH um. Methode 5 : Ist nach Methode 1-4 kein kristallines Produkt erhalten worden, wird das Lösungsmittel im Vakuum abdestilliert. Der Rückstand wird als Rohprodukt zur weiteren Synthese eingesetzt. 128 Experimenteller Teil Methode 6 : Die Reaktion wird bei Raumtemperatur durchgeführt. Das Rohprodukt fällt bei Raumtemperatur aus. Man filtriert ab und kristallisiert aus MeOH um. Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.5.2-0. 6.5.2. Analytische Daten der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-20 Verb. Summenformel C27H35N3O5 C29H39N3O5 C31H43N3O5 C33H47N3O5 C37H55N3O5 C26H25N3O5 Molmasse (g/mol) 481.6 509.7 537.7 565.8 621.9 459.5 Ausbeute (% d. Th.) [Methode] 69 [1] 62 [2] 83 [1] 69 [1] 72 [6] 64 [3] (Lit.: 6193) 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 C29H31N3O5 C23H25N3O7 C27H33N3O7 C23H27N3O7 C25H24N4O5 C28H25F2NO5 C22H25N3O5 501.6 455.5 511.6 457.5 460.5 493.5 411.5 74 [1] 39 [1] 64 [1] 57 [1] 83 [3] (Lit.: 8471) 54 [4] 46 [2] (Lit.: 3292) 17 18 19 20 C43H67N3O5 C34H49N3O5 C32H29N3O5 C34H29F2NO5 706.0 579.8 535.6 569.6 100 [5] 100 [5] 100 [5] 100 [5] Smt (°C) 84 97 92 94 90 150 (Zers.) (Lit.: 16293) 111 155 (Zers.) 134 (Zers.) 125 154 (Zers.) 155 115 (Lit.: 107 (Zers.)92) Öl Öl Öl Öl 129 Experimenteller Teil IR-Daten der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-16 Verb. 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 130 Wellenzahl (cm-1) 3010, 2930, 2850, 1740, 1660, 1630, 1590, 1570, 1430, 1300, 1250, 810, 770, 750 3030, 2920, 2850, 1730, 1660, 1630, 1590, 1560, 1440, 1320, 1250, 820, 780, 750 2950, 2920, 2850, 1730, 1660, 1630, 1590, 1570, 1440, 1320, 1250, 820, 780, 750 2950, 2920, 2850, 1740, 1660, 1620, 1590, 1560, 1440, 1320, 1250, 820, 780, 750 2950, 2920, 2850, 1740, 1660, 1620, 1590, 1560, 1440, 1320, 1250, 820, 780, 750 3010, 2950, 2850, 1730, 1660, 1620, 1590, 1570, 1430, 1290, 1250, 1070, 820, 780, 750, 700 3030, 2940, 2860, 1730, 1660, 1620, 1590, 1570, 1430, 1300, 1250, 1190, 810, 770, 750, 700 3640-3160, 3040, 2950, 2920, 2840, 1740, 1710, 1660, 1630, 1590, 1570, 1430, 1310, 1250, 1220, 820, 780, 760 3580-3100, 3020, 2920, 2840, 1740, 1690, 1650, 1620, 1600, 1570, 1440, 1300, 1250, 1220, 820, 780, 750 3660-3240, 3000, 2940, 2840, 1750, 1720, 1660, 1630, 1590, 1570, 1440, 1290, 1240, 1190, 1120, 1060, 840, 770 3060, 3010, 2950, 2880, 1730, 1660, 1630, 1590, 1570, 1440, 1300, 1250, 830, 780, 750 3020, 2960, 2840, 1740, 1660, 1630, 1610, 1590, 1490, 1440, 1250, 1240, 820, 780, 750, 700, 690 2980, 2850, 1730, 1640, 1590, 1570, 1470, 1300, 1250, 830, 770, 750 Methode ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR 1 H-NMR-Daten der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-16 Verb. 4 H2 4.96 (s; 1H) H5 4.19 (d; 9.9Hz; 1H) H6 4.60 (d; 9.9Hz; 1H) Enol-OH 12.47 (s; 1H) Ester 3.60 (s; 3H; OCH3) 3.73 (s; 3H; OCH3) R1 0.84 (t; 7.2Hz; 3H; H1'') 1.07-1.23 (m; 10H; H2''H6'') 1.41-1.53 (m; 2H; H7'') 2.25-2.47 (m; 2H; H8'') 5 4.96 (s; 1H) 4.20 (d; 9.9Hz; 1H) 4.60 (d; 9.9Hz; 1H) 12.47 (s; 1H) 3.60 (s; 3H; OCH3) 3.73 (s; 3H; OCH3) 0.86 (t; 6.9Hz; 3H; H1'') 1.07-1.27 (m; 14H; H2''H8'') 1.40-1.50 (m; 2H; H9'') 2.25-2.45 (m; 2H; H10'') 6 4.96 (s; 1H) 4.20 (d; 9.9Hz; 1H) 4.61 (d; 9.9Hz; 1H) 12.47 (s; 1H) 3.61 (s; 3H; OCH3) 3.74 (s; 3H; OCH3) 0.87 (t; 6.9Hz; 3H; H1'') 1.00-1.35 (m; 18H; H2''H10'') 1.41-1.53 (m; 2H; H11'') 2.24-2.38 (m; 1H; H12'') 2.39-2.49 (m; 1H; H12'') Ar 7.09 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od. H5*) 7.15-7.18 (m; 1H; H5' od. H5*) 7.23 (d; 7.9Hz; 1H; H3' od. H3*) 7.54 (td; 7.9Hz, 1.8Hz; 1H; H4' od. H4*) 7.60 (d; 7.7Hz; 1H; H3' od. H3*) 7.70 (td; 7.7Hz, ca.1Hz; 1H; H4' od. H4*) 8.44 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 1H; H6' od. H6*) 8.59 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 1H; H6' od. H6*) 7.09 (dd; ca.7Hz, ca. 5Hz; 1H; H5' od. H5*) 7.15-7.18 (m; 1H; H5' od. H5*) 7.23 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*) 7.54 (td; 7.8Hz, 1.7Hz; 1H; H4' od. H4*) 7.60 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*) 7.68-7.72 (m; 1H; H4' od. H4*) 8.44 (d; 4.8Hz; 1H; H6' od. H6*) 8.59 (d; 4.8Hz; 1H; H6' od. H6*) 7.10 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od. H5*) 7.14-7.21 (m; 1H; H5' od. H5*) 7.24 (d; 7.7Hz; 1H; H3' od H3*) 7.55 (td; 7.7Hz, ca.1Hz; 1H; H4' od. H4*) 7.61 (d; 7.6Hz; 1H; H3' od. H3*) 7.65-7.75 (m; 1H; H4' od. H4*) 8.44 (d; 4.8Hz; 1H; H6' od. H6*) 8.60 (d; 4.3Hz; 1H; H6' od. H6*) Experimenteller Teil 131 H2 4.96 (s; 1H) H5 4.20 (d; 9.9Hz; 1H) H6 4.60 (d; 9.9Hz; 1H) Enol-OH 12.47 (s; 1H) Ester 3.60 (s; 3H; OCH3) 3.72 (s; 3H; OCH3) 8 4.95 (s; 1H) 4.19 (d; 9.9Hz; 1H) 4.60 (d; 9.9Hz; 1H) 12.47 (s; 1H 3.60 (s; 3H; OCH3) 3.72 (s; 3H; OCH3) 9 4.79 (s; 1H) 4.22 (d; 9.3Hz; 1H) 4.71 (d; 9.3Hz; 1H) 12.50 (s; 1H) 3.48 (s; 3H; OCH3) 3.68 (s; 3H; OCH3) 10 4.94 (s; 1H) 4.22 (d; 9.9Hz; 1H) 4.62 (d; 9.9Hz; 1H) 12.49 (s; 1H) 3.61 (s; 3H; OCH3) 3.72 (s; 3H; OCH3) 11 5.05 (s; 1H) 4.27 (d; 10.4Hz; 1H) 4.57 (d; 10.4Hz; 1H) 12.54 (s; 1H) 3.59 (s; 3H; OCH3) 3.73 (s; 3H; OCH3) R1 0.86 (t; 6.7Hz; 3H; H1'') 1.06-1.28 (m; 22H; H2''H12'') 1.40-1.52 (m; 2H; H13'') 2.25-2.47 (m; 2H; H14'') Ar 7.09 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od H5*) 7.15-7.18 (m; 1H; H5' od H5*) 7.23 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*) 7.54 (td; 7.8Hz, ca.1Hz; 1H; H4' od. H4*) 7.60 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*) 7.69 (t; 7.8Hz; 1H; H4' od. H4*) 8.43 (d; 4.5Hz; 1H; H6' od. H6*) 8.59 (d; 4.8Hz; 1H; H6' od. H6*) 0.86 (t; 6.9Hz; 3H; H1'') 7.08 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od. H5*) 1.06-1.28 (m; 30H; H2''- 7.14-7.18 (m; 1H; H5' od. H5*) H16'') 7.22 (d; 8.1Hz; 1H; H3' od. H3*) 1.39-1.49 (m; 2H; H17'') 7.53 (t; ca.8Hz; 1H; H4' od. H4*) 2.26-2.46 (m; 2H; H18'') 7.59 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*) 7.63-7.70 (m; 1H; H4' od. H4*) 8.43 (d; 4.5Hz; 1H; H6' od. H6*) 8.58 (d; 4.3Hz; 1H; H6' od. H6*) 7.04-7.10 (m; 2H; H5', H5*) 3.48-3.57 (m; 2H; 7.33 (d; 8.1Hz; 1H; H3' od. H3*) NCH2) 7.17-7.29 (m; 5H; H2''7.45 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*) H6'') 7.55 (td; ca.8Hz, ca.2Hz; 1H; H4' od. H4*) 7.61 (td; ca.8Hz, ca.2Hz; 1H; H4' od. H4*) 8.42 (d; ca.4Hz; 1H; H6' od. H6*) 8.49 (d; ca.4Hz; 1H; H6' od. H6*) 1.37-1.62 (m; 4H; CH2) 7.51-7.57 (m; 2H; H3' od. H3*, H4' od. H4*) 2.30-2.52 (m; 4H; CH2) 7.68 (td; 7.7Hz, 1.8Hz; 1H; H4' od. H4*) 8.45 (dd; 4.9Hz, ca.1Hz; 1H; H6' od. H6*) 8.59 (dd; 4.9Hz, ca.1Hz; 1H; H6' od. H6*) 7.04-7.27 (m; 8H; H5', H5*, H3' od. H3*, H2''-H6'') 7.09 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od. H5*) 1.72-1.83 (m; 1H; H3'') 7.14 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*) 1.88-2.01 (m; 2H; H2'', H3'') 7.28 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od. H5*) 2.28-2.44 (m; 2H; H2'', 7.51-7.56 (m; 2H; H3' od. H3*, H4' od. H4*) H4'') 7.76 (td; 7.7Hz, 1.5Hz; 1H; H4' od. H4*) 2.52-2.57 (m; 1H; H4'') 8.42 (d; 4.5Hz; 1H; H6' od. H6*) 8.72 (d; 4.3Hz; 1H; H6' od. H6*) Experimenteller Teil 132 Verb. 7 Verb. 12 H2 5.00 (s; 1H) H5 4.21 (d; 9.9Hz; 1H) H6 4.60 (d; 9.9Hz; 1H) Enol-OH 12.50 (s; 1H) Ester 3.61 (s; 3H; OCH3) 3.75 (s; 3H; OCH3) 13 5.37 (s; 1H) 4.19 (dd; 10.7Hz, 0.9Hz; 1H) 4.58 (d; 10.7Hz; 1H) 12.55 (s; 1H) 3.58 (s; 3H; OCH3) 3.74 (s; 3H; OCH3) 14 4.87 (s; 1H) 4.29 (dd; 9.8Hz, 0.9Hz; 1H) 4.77 (d; 9.8Hz; 1H) 12.55 (s; 1H) 3.50 (s; 3H; OCH3) 3.73 (s; 3H; OCH3) 15 4.63 (s; 1H) 4.00 (d; 9.9Hz; 1H) 4.46 (d; 9.9Hz; 1H) 12.51 (s; 1H) 3.60 (s; 3H; OCH3) 3.73 (s; 3H; OCH3) R1 0.97-1.09 (m; 1H; H6'') 1.09-1.20 (m; 3H; H5'', H6'') 1.21-1.29 (m; 2H; H4'') 1.42-1.53 (m; 2H; H7'') 1.53-1.62 (m; 2H; H3'') 2.23-2.33 (m; 3H; H2''', H8'') 2.39-2.45 (m; 1H; H8'') 2.45 (ddd; 14.0Hz, 4.7Hz, 3.6Hz; 1H; H4'') 2.69 (ddd; 14.0Hz, 8.0Hz, 3.2Hz; 1H; H4'') 3.43-3.49 (m; 2H; H2'', H3'') 3.51-3.55 (m; 1H; H3'') 3.59-3.65 (m; 1H; H2'') 3.73-3.76 (m; 2H; H1'') 3.73 (d; 15.2Hz; 1H; NCH2) 3.80 (d; 15.2Hz; 1H; NCH2) Ar 7.11 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od. H5*) 7.23-7.30 (m; 2H; H3' od. H3*, H5' od. H5*) 7.55 (td; ca.8Hz, ca.2Hz; 1H; H4' od. H4*) 7.57 (d; ca.8Hz; 1H; H3' od. H3*) 7.74 (td; ca.8Hz, ca.1Hz; 1H; H4' od. H4*) 8.44 (d; ca.4Hz; 1H; H6' od. H6*) 8.70 (d; ca.4Hz; 1H; H6' od. H6*) 7.06 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5') 7.20 (ddd; ca.8Hz, ca.5Hz, ca.1Hz; 1H; H5*) 7.24 (d; 7.7Hz; 1H; H3') 7.43 (d; 7.8Hz; 1H; H3*) 7.51 (td; 7.7Hz, 1.9Hz; 1H; H4') 7.68 (td; 7.8Hz, 1.9Hz; 1H; H4*) 8.39 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 1H; H6') 8.62 (dd; 4.9Hz, ca.1Hz; 1H; H6*) 7.07 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5') 7.34 (d; 7.7Hz; 1H; H3') 7.49 (d; 7.8Hz; 1H; H3*) 7.54 (td; 7.7Hz, 1.8Hz; 1H; H4') 8.59 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 1H; H6*) 7.12-7.17 (m; 2H; H5*, H5'') 7.64-7.70 (m; 3H; H4*, H3'', H4'') 8.43-8.46 (m; 2H; H6', H6'') 3.36 (d; 13.3Hz; 1H; 6.94-6.99 (m; 2H; H4', H4*) NCH2) 7.06 (dd; ca.10Hz, ca.2Hz; 2H; H2', H2*) 3.43 (d; 13.3Hz; 1H; 7.11-7.14 (m; 2H; H6', H6*) NCH2) 133 Experimenteller Teil 7.23-7.36 (m; 7H; H5', H5*, H2''-H6'') H2 4.85 (s; 1H) H5 H6 4.49 (d; 9.3Hz; 1H) Enol-OH 12.49 (s; 1H) Ester 0.98 (t; 7.1Hz; 3H; CH3) 1.21 (t; 7.1Hz; 3H; CH3) R1 2.21 (s; 3H; NCH3) 4.00-4.24 (m; 5H; H5, OCH2) Ar 7.12 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5') 7.17-7.22 (m; 2H; H3', H5*) 7.52-7.58 (m; 2H; H3*, H4') 7.69 (td; 7.6Hz, 1.7Hz; 1H; H4*) 8.50 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 8.63 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 13 C-NMR-Daten der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-16 Bei den angegebenen Kopplungskonstanten handelt es sich um Jn(C,F)-Kopplungen. R1 Verb. 4 C2 61.21 C3 98.29 C4 167.71 C5 44.57 C6 60.08 Ester 51.81; 52.53 (OCH3) 171.47; 172.34 (C=O) 5 61.20 98.28 167.71 44.56 60.08 51.81; 52.53 (OCH3) 171.47; 172.34 (C=O) 14.20 (C1'') 22.76; 26.96; 28.66; 29.33; 29.39; 29.64; 29.65; 31.99 (C2''-C9'') 6 61.30 98.33 167.74 44.42 60.11 51.84; 52.57 (OCH3) 171.52; 172.40 (C=O) 14.24 (C1'') 22.82; 27.00; 28.71; 29.39; 29.47; 29.70; 29.73; 29.77; 32.05 (C2''C11'') 47.42 (C12'') 14.18 (C1'') 22.72; 26.95; 28.65; 29.30; 31.90 (C2''-C7'') 47.40 (C8'') Ar 122.05; 122.34 (C5') 123.04; 123.55 (C3') 136.19 (C4') 148.34 (C6') 158.75; 161.92 (C2') 122.05; 122.34 (C5') 123.03; 123.55 (C3') 136.19 (C4') 148.34 (C6') 158.76; 161.92 (C2'') 122.04; 122.36 (C5') 122.99; 123.59 (C3') 136.21 (C4') 148.37; 148.90 (C6') 158.83; 162.02 (C2') Experimenteller Teil 134 Verb. 16 Verb. 7 C2 61.21 C3 98.28 C4 167.71 C5 44.55 C6 60.08 Ester 51.80; 52.52 (OCH3) 171.47; 172.34 (C=O) 8 61.24 98.28 167.69 44.47 60.05 51.77; 52.49 (OCH3) 171.47; 172.37 (C=O) 9 60.66 98.41 167.17 44.87 59.72 51.71; 52.54 (OCH3) 171.18; 172.32 (C=O) 10 61.28 98.26 167.67 44.52 60.04 51.80; 52.52 (OCH3) 171.41; 172.32 (C=O) 11 60.55 97.19 168.85 43.97 59.62 52.06; 52.65 (OCH3) 171.48; 172.04 (C=O) 12 61.01 98.00 168.14 44.60 60.00 51.89; 52.57 (OCH3) 171.50; 172.18 (C=O) R1 14.21 (C1'') 22.78; 26.96; 28.67; 29.35; 29.45; 29.66; 29.70; 29.75; 29.78; 32.02 (C2''-C13'') 47.38 (C14'') 14.20 (C1'') 22.77; 26.96; 28.68; 29.34; 29.44; 29.66; 29.70; 29.74; 29.79; 32.01 (C2''-C17'') 47.32 (C18'') 51.64 (NCH2) 127.25 (C4'') 128.38; 128.72 (C2'', C3'', C5'', C6'') 139.15 (C1'') 28.08; 28.52; 35.42; 47.07 (CH2) 125.69 (C4'') 128.27; 128.40 (C2'', C3'', C5'', C6'') 142.48 (C1'') 23.68 (C3'') 32.45 (C2'') 46.76 (C4'') 176.88 (C1'') 121.97; 122.31 (C5') 122.94; 123.55 (C3') 136.15; 136.26 (C4') 148.31; 148.88 (C6') 158.79; 161.98 (C2') 122.02; 122.48 (C5') 123.07; 123.34 (C3') 136.39 (C4') 148.55 (C6') 158.52; 161.85 (C2') 122.02; 122.39 (C5') 122.91; 123.61 (C3') 136.24; 136.30 (C4') 148.36; 148.91 (C6') 158.66; 161.87 (C2') 122.66; 122.86 (C5') 123.24; 123.93 (C3') 136.54; 137.55 (C4') 148.28; 148.79 (C6') 157.87; 160.34 (C2') 122.42 (C5') 123.20; 123.57 (C3') 136.31; 136.98 (C4') 148.28; 148.60 (C6') 158.58; 161.31 (C2'') 135 Experimenteller Teil 24.85 (C3''); 26.75 (C6'') 28.43 (C7''); 28.93 (C5'') 29.03 (C4''); 34.39 (C2'') 47.59 (C8''); 178.16 (C1'') Ar 122.03; 122.33 (C5') 123.01; 123.55 (C3') 136.18 (C4') 148.33 (C6') 158.76; 161.93 (C2') C2 63.09 C3 97.59 C4 168.72 C5 43.94 C6 59.59 Ester 51.99; 52.59 (OCH3) 171.66; 172.26 (C=O) 14 61.73 98.12 167.63 44.87 59.77 51.75; 52.56 (OCH3) 171.33; 172.12 (C=O) 15 98.48 167.33 57.64; 57.67; 57.68 (C2, C6) 46.43 16 65.11 46.45 98.85 167.52 52.08; 52.92 (OCH3) 170.61;171.98 (C=O) 61.43 14.01; 14.21 (CH3) 60.73; 61.42 (OCH2) 170.88; 171.52 (C=O) R1 47.28 (C4'') 61.41 (C1'') 71.82 (C3'') 72.62 (C2'') Ar 122.42; 122.45 (C5') 122.50; 123.84 (C3') 136.30; 136.76 (C4') 148.21; 149.40 (C6') 158.31; 160.95 (C2') 53.76 (NCH2) 122.53 (C5') 122.73 (C3'') 122.89; 123.28 (C3') 159.67 (C2'') 136.83 (C4') 148.57 (C6') 158.18; 161.34 (C2') 122.16; 122.18 (C5', C5''); 136.37; 136.40 (C4', C4'') 148.82; 149.06 (C6', C6'') 50.81 (NCH2) 114.42 (d; 21.2Hz); 115.09 (d; 21.2Hz) [C4'] 128.60 (C2'', 115.38 (d; 22.0Hz); 115.97 (d; 22.0Hz) [C2'] C6'') 123.74 (d; 2.9Hz); 124.66 (d; 2.9Hz) [C6'] 128.91 (C3'', 129.52 (d; 8.1Hz); 130.12 (d; 8.1Hz) [C5'] C5'') 141.09 (d; 7.3Hz); 144.50 (brs) [C1'] 138.73 (C1'') 162.89 (d; 245.2Hz); 163.06 (d; 246.6Hz) [C3'] 38.12 (NCH3) 122.23; 122.66 (C5') 122.91; 123.73 (C3') 136.35; 136.43 (C4') 148.86; 149.11 (C6') 158.31; 160.77 (C2') Experimenteller Teil 136 Verb. 13 Experimenteller Teil 6.6. Synthese der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurederivate 6.6.1. Allgemeine Synthesevorschrift zur Darstellung der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurediester 21-25 und 27-55 modifiziert nach95 2 R N 6 O O RO 8 7 O 9 5 1'/ 1* Ar: OR 1 2'/ 2* 6'/ 6* 1' /1* 5'/ 5* 3'/ 3* 5'/ 5* 2'/ 2* 4'/ 4* 4'/ 4* 3 Ar 4 N R Verb. 21 cis Rotamere 22 trans 23 cis Rotamere 24 trans 25 cis Rotamere 27 cis Rotamere 28 cis 29 trans 30 trans 31 cis 32 cis 33 cis 34 trans 2 6'/ 6* N 3'/ 3* F Ar 1 Ar 3-F-Phenyl R -CH3 R1 -CH3 R2 Benzyl 3-F-Phenyl -CH3 Benzyl -CH3 3-F-Phenyl -CH3 Benzyl Benzyl 3-F-Phenyl -CH3 Benzyl Benzyl 3-F-Phenyl Benzyl -CH3 -CH3 3-F-Phenyl -CH3 -CH3 2-Pyridyl -CH3 -CH3 -[(RS)1-(4-(N,NDiethylamido)phenyl-1phenyl]methyl (s. 5.3) Benzyl 2-Pyridyl -CH3 Benzyl -CH3 2-Pyridyl -CH3 Benzyl Benzyl 2-Pyridyl Benzyl -CH3 -CH3 2-Pyridyl -CH3 -CH3 -(CH2)2N(CH3)2 2-Pyridyl -CH3 -CH3 2-Picolyl 2-Pyridyl -CH3 -(CH2)7CH3 2-Picolyl 137 Experimenteller Teil Verb. 35 trans 36 trans 37 trans 38 trans 39 trans 40 trans 41 trans 42 cis 43 trans 44 trans 45 trans 46 trans 47 trans 48 trans 49 trans 50 cis 51 cis 52 trans 53 cis 54 cis 55 cis Ar 2-Pyridyl R -CH3 R1 -(CH2)9CH3 R2 2-Picolyl 2-Pyridyl -CH3 -(CH2)11CH3 2-Picolyl 2-Pyridyl -CH3 -(CH2)13CH3 2-Picolyl 2-Pyridyl -CH3 -(CH2)17CH3 2-Picolyl 2-Pyridyl -CH3 Benzyl 2-Picolyl 2-Pyridyl -CH3 -(CH2)4-C6H5 2-Picolyl 2-Pyridyl -CH3 -(CH2)2O(CH2)2OH 2-Picolyl 2-Pyridyl -CH3 2-Picolyl -(CH2)7CH3 2-Pyridyl -CH3 2-Picolyl -(CH2)9CH3 2-Pyridyl -CH3 2-Picolyl -(CH2)13CH3 2-Pyridyl -CH3 2-Picolyl -(CH2)17CH3 2-Pyridyl -CH3 2-Picolyl Benzyl 2-Pyridyl -CH3 2-Picolyl -(CH2)4-C6H5 2-Pyridyl -CH3 -(CH2)11CH3 -(CH2)2N(CH3)2 2-Pyridyl -CH3 -(CH2)11CH3 -CH3 2-Pyridyl -C2H5 -CH3 2-(4-Morpholino)ethyl 2-Pyridyl -C2H5 -CH3 2-Picolyl 2-Pyridyl -(CH2)6CH3 -(CH2)11CH3 -(CH2)2N(CH3)2 2-Pyridyl -(CH2)7CH3 -CH3 2-Picolyl 2-Pyridyl Benzyl -CH3 2-(4-Morpholino)ethyl 2-Pyridyl Benzyl -CH3 2-Picolyl 2.5mmol des entsprechenden 4-Piperidon-3,5-dicarbonsäurediesters (PyA, 3FLA, 4-20) werden unter Rühren bei 50°C entweder in 20ml THF (Medium 1) oder 20ml Aceton (Medium 2) gelöst. Es werden zuerst 0.8ml (10.0mmol) 35%ige wässrige HCHO-Lösung zugegeben. Direkt anschließend werden 2.5mmol des entsprechenden primären Amins R2-NH2 zur Reaktionslösung gegeben. Man rührt weitere 2h bei 50°C unter Rückfluss. Die Reaktion wird mittels DC (Stat. 138 Experimenteller Teil Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc; RF=0.8-0.9) kontrolliert. Ist noch Edukt erkennbar, gibt man erneut 0.4ml (5.0mmol) 35%-ige wässrige HCHO-Lösung hinzu. Man rührt 1h weiter und wiederholt ggf. die Zugabe an HCHO-Lösung bis die Reaktion vollständig verlaufen ist. Nachdem die Reaktion beendet ist, wird nach folgenden Methoden aufgearbeitet: Methode 1 : Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert und der Rückstand in wenig EtOAc gelöst. Durch präparative Säulenchromatographie (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAC) dieser Lösung erhält man nach Abdestillieren des Elutionsmittels das Produkt a) in amorpher Form. Dieses konnte nicht weiter umkristallisiert werden. b) als zähen, glasartigen Rückstand. Dieser wird in wenig Et2O aufgenommen. Das Produkt kristallisiert über Nacht bei +4°C aus und wird abfiltriert. c) als zähen, glasartigen Rückstand. Dieser wird aus Et2O/nPentan umkristallisiert. Das Produkt kristallisiert bei -20°C über Nacht. d) als festen Rückstand. Dieser wird aus EtOH umkristallisiert. e) als festen Rückstand. Dieser wird aus EtOH/H2O umkristallisiert. f) als zähen, glasartigen Rückstand. Dieser wird aus MeOH umkristallisiert. g) als zähen, glasartigen Rückstand. Dieser wird in wenig MeOH gelöst und 2h unter Rückfluss erhitzt. Das Produkt fällt über Nacht bei +4°C aus und wird aus EtOH umkristallisiert. h) als zähen, glasartigen Rückstand. Dieser wird aus MeOH/H2O umkristallisiert. Methode 2 : Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert. Man erhält einen zähen, glasartigen Rückstand. a) Dieser wird aus MeOH/Et2O umkristallisiert. Das Produkt kristallisiert bei -20°C. 139 Experimenteller Teil b) Dieser wird aus EtOH/H2O umkristallisiert. c) Dieser wird in wenig MeOH aufgenommen und 2h unter Rückfluss erhitzt. Über Nacht fällt das Produkt bei +4°C aus und wird aus EtOH umkristallisiert. d) Dieser wird aus MeOH umkristallisiert. Methode 3 : Der Ansatz wird bei -20°C aufbewahrt. Das Produkt kristallisiert nach mehreren Tagen aus. Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.6.3-0. 6.6.2. Hydrogenolytische Esterspaltung zur 2,4-Di-(3-fluorphenyl)-3,7-di- methyl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure 26 CH3 N O O HO O OH N CH3 F F 2.0g (3.2mmol) der Verbindung 25 werden in 50ml EtOAc gelöst. Es werden 0.37g (0.4mmol) 10% Pd/C zugegeben. Man hydriert unter 2.5bar H2-Druck bei Raumtemperatur. Die Reaktion kann mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc; RF=0) kontrolliert werden. Nach 2h Rührzeit ist die Reaktion beendet. Der Katalysator wird vorsichtig (Brandgefahr!) abfiltriert und mit MeOH gewaschen. Die organischen Phasen werden vereinigt. Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert und man erhält 1.32g (93%) 2,4-Di-(3-fluorphenyl)-3,7-dimethyl-9oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure als Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.6.3-0. 140 farblosen Feststoff. Experimenteller Teil 6.6.3. Analytische Daten der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan1,5-di-carbonsäurederivate 21-55 Verb. Summenformel Molmasse (g/mol) Ausbeute (% d. Th.) [Reaktionsmedium] {Methode} 69 [1] {1f} (Lit.: 3699) 66 [1] {1d} 72 [1] {1g} 47 [1] {2c} 47 [1] {2d} 93 21 [1] {1h} 34 [1] {1b} (Lit.: 4867; 25122) 21 22 23 24 25 26 27 28 C31H30F2N2O5 C31H30F2N2O5 C37H34F2N2O5 C37H34F2N2O5 C37H34F2N2O5 C23H22F2N2O5 C42H43F2N3O6 C29H30N4O5 548.6 548.6 624.7 624.7 624.7 444.4 723.8 514.6 29 C29H30N4O5 514.6 90 [2] {3} (Lit.: 2068 cisIsomer) 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 53 54 55 C35H34N4O5 C35H34N4O5 C26H35N5O5 C28H29N5O5 C35H43N5O5 C37H47N5O5 C39H51N5O5 C41H55N5O5 C45H63N5O5 C34H33N5O5 C37H39N5O5 C31H35N5O7 C35H43N5O5 C37H47N5O5 C41H55N5O5 C45H63N5O5 C34H33N5O5 C37H39N5O5 C37H55N5O5 C34H48N4O5 C30H39N5O6 C30H33N5O5 C49H79N5O5 C42H57N5O5 C40H43N5O6 C40H37N5O5 590.7 590.7 497.6 515.6 613.8 641.8 669.8 697.9 754.0 591.7 633.8 589.7 613.8 641.8 697.9 754.0 591.7 633.8 649.9 592.8 565.7 543.6 818.2 712.0 689.8 667.8 73 [2] {1a} 43 [1] {1h} Spende von Clariant 43 [1] {1b} (Lit.: 2571) 29 [2] {2a} 77 [1] {1a} 41 [1] {1a} 49 [1] {1a} 45 [1] {1a} 56 [1] {1a} 33 [1] {1a} 22 [1] {1a} 48 [2] {3} 50 [1] {1a} 78 [1] {1a} 44 [1] {3} 75 [1] {1b} 83 [1] {1a} 86 [1] {1a} 48 [1] {1c} 14 [1] {2b} 37 [1] {1e} 28 [1] {1a} 71 [1] {1a} 35 [1] {1d} 20 [1] {1a} Smt (°C) 194 (Lit.: 19399) 212 224 186 152 150(Zers.) 172 202 (Zers.) (Lit.: 209 (Zers.)67; 202 (Zers.)122) 115 (Zers.) (Lit.: 168 (Zers.)68 cisIsomer) 145 (Zers.) 138 161 (Zers.) 184 (Zers.) 127 89 Öl 74 Öl 173 (Zers.) 161 99 (Zers.) 142 80 Öl 82 177 82 Öl 95 170 187 (Zers.) Öl Öl 114 (Zers.) 80 141 Experimenteller Teil IR-Daten der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di-carbonsäurederivate 21-35, 37, 39, 41, 42, 45-47, 49-51, 54-55 Verb. 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 37 39 41 42 45 46 47 49 50 142 Wellenzahl (cm-1) 3060, 2960, 2820, 1730, 1610, 1590, 1480, 1440, 1350, 1270, 1160, 960, 790, 780, 760, 700 3030, 2850, 2810, 1770, 1740, 1610, 1590, 1490, 1440, 1260, 1220, 1160, 970, 790, 740, 700 3030, 2950, 2810, 1750, 1730, 1610, 1590, 1480, 1450, 1350, 1260, 1230, 980, 790, 750, 700 3030, 2950, 2810, 1760, 1740, 1610, 1590, 1480, 1450, 1350, 1260, 1220, 1060, 990, 960, 790, 750, 700 3060, 2950, 2810, 1720, 1610, 1590, 1480, 1450, 1360, 1270, 1260, 1170, 950, 930, 790, 740, 690 3750-3120, 3060, 2850, 2800, 1760, 1720, 1610, 1590, 1450, 1360, 1270, 1250, 1140, 1090, 1040, 890, 750, 700 3060, 2970, 2840, 2810, 1730, 1610, 1590, 1480, 1450, 1430, 1360, 1280, 1270, 1090, 960, 790, 700 3060, 2950, 2810, 1740, 1590, 1470, 1430, 1350, 1330, 1280, 1160, 1100, 790, 750, 700 3060, 2950, 2850, 2800, 1740, 1710, 1590, 1460, 1430, 1360, 1260, 1250, 1220, 1170, 1090, 1040, 960, 770, 760, 740, 700 3030, 2950, 2820, 1740, 1710, 1590, 1430, 1240, 1160, 980, 960, 750, 700 3050, 2940, 2840, 2800, 1720, 1590, 1470, 1430, 1270, 1170, 1090, 1040, 950, 780, 740, 700 3050, 2950, 2800, 2760, 1730, 1590, 1460, 1430, 1350, 1280, 1160, 1100, 1040, 970, 920, 780, 760 3060, 2950, 2840, 2800, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1280, 1160, 1100, 970, 950, 790, 760 3050, 2930, 2850, 1740, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1160, 1060, 980, 950, 810, 760 3050, 2920, 2850, 1740, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1160, 1090, 1060, 980, 960, 820, 800, 760 3060, 2920, 2850, 1740, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1160, 1090, 1060, 990, 960, 810, 800, 760 3060, 2950, 2810, 1730, 1590, 1570, 1460, 1430, 1250, 1240, 1160, 1060, 980, 950, 760, 750, 690 3380 (breit), 3050, 2950, 2850, 1730, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1160, 1060, 980, 960, 820, 800, 760 3090, 3010, 2920, 2860, 2810, 1730, 1590, 1570, 1470, 1440, 1330, 1270, 1170, 1160, 1090, 980, 790, 770, 750 3070, 2920, 2850, 1730, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1170, 960, 750 3060, 2950, 2820, 1730, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1220, 1150, 980, 960, 750, 700 3050, 2950, 2810, 1740, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1160, 960, 750, 700 3060, 2920, 2860, 2800, 1740, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1260, 1240, 1170, 1080, 960, 750 3040, 2950, 2850, 2790, 1720, 1590, 1570, 1470, 1430, 1350, 1280, 1270, 1170, 1120, 1100, 920, 790, 760, 740 Methode ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR Experimenteller Teil Verb. 51 54 55 Wellenzahl (cm-1) 3050, 2980, 2960, 2840, 1720, 1590, 1570, 1460, 1430, 1270, 1160, 1100, 1000, 900, 790, 760, 740, 680, 670 3050, 2960, 2820, 1720, 1590, 1570, 1450, 1430, 1260, 1160, 1110, 1090, 950, 920, 750, 700 3030, 2950, 2840, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1160, 1090, 950, 750, 700 Methode ATR ATR ATR 143 H-NMR-Daten der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurederivate 21-55 Verb. 21 cis Rotamere 22 trans 23 cis Rotamere 24 trans H2/4 4.36 (s) 4.38 (s) 4.45 (s) 4.48 (s) 4.67 (s; 1H) 5.27 (s; 1H) H6/8 Ester 2.61 (d; ca.12Hz) 3.72-3.74 2.70 (d; ca.12Hz) (m; 6H; OCH3) 2.79 (d; ca.12Hz) 3.51 (d; ca.12Hz) 2.96 (d; 11.0Hz; 1H) 3.36 (s; 3H; 3.25 (dd; ca.12Hz, OCH3) ca.2Hz; 1H) 3.83 (s; 3H; 3.73 (dd; ca.11Hz, OCH3) ca.2Hz; 1H) 2.78-2.82 (m; 2H; H6 od. H8, NCH2) 4.84 (s) 4.88 (s) 4.95 (s) 4.99 (s) 2.59 (d; ca.12Hz) 2.69 (d; ca.12Hz) 2.78 (d; ca.12Hz) 4.58 (s; 1H) 5.24 (s; 1H) R1 1.82 (m; 3H; NCH3) R2 3.25-3.26 (m; NCH2) 3.48-3.53 (m; NCH2) 3.72-3.74 (m; NCH2) Ar 6.74-7.19 (m; 13H; Ar-H)* 3.65 (d; 14.7Hz; 1H; NCH2) 2.47 (s; 3H; NCH3) 6.71-7.55 (m; 13H; Ar-H)* 3.77 (d; ca.12Hz; NCH2) 6.83-8.23 (m; 18H; Ar-H)* 3.81 (d; 12.4Hz; 1H; NCH2) 6.65-7.50 (m; 18H; Ar-H)* 2.31-2.40 (m; 3H; NCH3) 6.71-7.94 (m; 18H; Ar-H)* 3.70-3.72 (m; 6H; OCH3) 3.22-3.31 (m; H6 od. H8, N7CH2) 3.45-3.55 (m; 3H; N3CH2, N7CH2) 3.34 (s; 3H; OCH3) 3.85 (s; 3H; OCH3) 3.38-3.44 (m; 2H; H6 od. H8, N7CH2) 2.91 (d; 11.1Hz; 1H) 2.95 (d; 12.1Hz; 1H) 3.67-3.72 (m; 1H) 2.73 (d; 14.8Hz; 1H; NCH2) 3.62 (d; 14.8Hz; 1H; NCH2) 1.81-1.88 (m; 3H; 4.47 (s; 2.67 (d; ca.12Hz; 2H) 5.13-5.22 NCH3) 3.20 (d; ca.12Hz; 2H) (m; 4H; 1H) 4.52 (s; OCH2) 1H) *: bezieht sich auf alle aromatischen Wasserstoffatome des gesamten Moleküls 25 cis Rotamere Experimenteller Teil 144 1 R1 1.77 (s; 3H; NCH3) R2 2.28 (s; 3H; NCH3) 3.63-3.78 (m; 6H; OCH3) 3.12-3.63 (m; 6H; H6 od H8, H1'''') 1.87-1.89 (m; 3H; NCH3) 1.00-1.31 (m; 6H; H2'''') 4.12-4.24 (m; 1H; NCH) 4.69 (s; 2H) 2.55 (d; 12.5Hz; 2H) 3.06 (d; 12.5Hz; 2H) 3.81 (s; 6H; OCH3) 1.97 (s; 3H; NCH3) 3.36 (s; 2H; NCH2) 7.36-7.41 (m; 5H; Ar-H) 5.25 (br; 1H; H4) 5.35 (s; 1H; H2) 2.78 (d; 11.9Hz; 1H; H8) 3.02 (d; 11.0Hz; 1H, H6) 3.57 (d; 11.0Hz; 1H; H6) 3.45 (s; 3H; OCH3 (C5)) 3.84 (s; 3H; OCH3 (C1)) 3.65 (d; 15.1Hz; 1H; NCH2) 7.35 (t; 7.4Hz; 2H; H3'', H5'') 7.49 (d; 7.4Hz; 2H; H2'', H6'') 2.22 (s; 3H; NCH3) Verb. 26 cis Rotamere (DMSOd6) H2/4 4.39 (s) 4.40 (s) 4.45 (s) 4.47 (s) H6/8 2.41-2.54 (m; 2H) 2.90-3.04 (m; 2H) 27 cis Rotamere 4.29 (s) 4.38 (s) 4.46 (s) 4.52 (s) 2.63 (d; 11.6Hz; 1H) 2.85-3.00 (m; 1H) 28 cis 29 trans Ester --- 7.21-7.29 (m; 2H; H4'', H3*) *: bezieht sich auf alle aromatischen Wasserstoffatome des gesamten Moleküls 7.12 (ddd; 7.7Hz, 4.9Hz, 1.1Hz; 2H; H5') 7.47 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; 2H; H4') 7.87 (d; 7.7Hz; 2H; H3') 8.43 (dd; 4.9Hz, ca.1Hz; H6') 7.12 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5') 7.16 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5*) 7.65 (td; 7.7Hz, ca.1Hz; 2H; H4', H4*) 7.92 (d; ca.7Hz; 1H; H3') 8.47 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 8.59 (d; ca.4Hz; 1H; H6*) 145 Experimenteller Teil 3.28-3.50 (brs; 2H; H8; NCH2) Ar 6.97 (d; 9.8Hz; 1H; Ar-H) 7.04 (d; 6.8Hz; 1H; H6' od. H6*)) 7.12-7.23 (m; 2H; Ar-H) 7.33-7.43 (m; 1H; H5' od. H5*) 7.51-7.63 (m; 1H; H5' od. H5*) 7.75-7.88 (m; 1H; Ar-H) 7.92 (m; 1H; H6' od. H6*) 6.82-7.47 (m; 17H; Ar-H)* H2/4 5.205.34 (br; 2H) 31 cis 4.81 (s; 2H) 32 cis 4.73 (s; 2H) H6/8 2.83 (d; 12.1Hz; 1H) 3.01 (d; 11.1Hz; 1H) 3.63-3.67 (m; 1H) Ester 3.44 (s; 3H; OCH3) 3.84 (s; 3H; OCH3) R1 R2 3.59-3.63 (m; 1H; NCH2) 3.31-3.51 (br; 4H; H6 od. H8, N3CH2, N7CH2) 7.23-7.43 (m; 11H; Ar-H, H3*) 2.58 (d; 12.1Hz; 2H) 5.21 (d; 2.04 (s; 3H; NCH3) 2.22 (s; 3H; NCH3) 2.99 (d; 12.1Hz; 2H) 12.6Hz; 1H; OCH2) 5.26 (d; 12.6Hz; 1H; OCH2) 7.30-7.38 (m; 6H; H3''-H5'') 7.44 (d; 6.8Hz; 4H; H2'', H6'') 2.25 (s; 6H; NCH3) 2.56 (d; 12.3Hz; 2H) 3.82 (s; 6H; 2.02 (s; 3H; NCH3) 3.03 (d; 12.3Hz; 2H) OCH3) 2.36-2.48 (m; 4H; H1'', H2'') Ar 7.06 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5') 7.16 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5*) 7.56 (t; ca.7Hz; 1H; H4') 7.66 (td; 7.6Hz, ca.1Hz; 1H; H4*) 7.96 (d; ca.7Hz; 1H; H3') 8.34 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 8.57 (d; ca.4Hz; 1H; H6*) 7.18 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 2H; H5') 7.74 (td; 7.7Hz, ca.1Hz; 2H; H4') 8.03 (d; 7.7Hz; 2H; H3') 8.44 (d; 4.5Hz; 2H; H6') 7.20 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz, ca.1Hz; 2H; H5') 7.76 (td; 7.8Hz, 1.7Hz; 2H; H4') 8.15 (d; 7.8Hz; 2H; H3') 8.49 (dd; 4.5Hz, ca.1Hz; 2H; H6') Experimenteller Teil 146 Verb. 30 trans Verb. 33 cis H2/4 4.67 (s; 2H) H6/8 2.71 (d; 11.9Hz; 2H) 3.16 (d; 11.9Hz; 2H) Ester 3.77 (s; 6H; OCH3) R1 1.96 (s; 3H; NCH3) 34 trans 5.45 (s; 1H) 5.75 (s; 1H) 2.93 (d; 11.9Hz; 1H) 3.05 (d; 10.9Hz; 1H) 3.65 (d; 10.9Hz; 1H) 3.47 (s; 3H; OCH3) 3.86 (s; 3H; OCH3) 0.85 (t; 6.9Hz; 3H; H1'') 1.18-1.27 (m; 10H; H2''H6'') 1.48-1.67 (m; 2H; H7'') 2.32-2.39 (m; 1H; H8'') 2.48-2.65 (m; 1H; H8'') 3.45-3.54 (m; 2H; H6 od. H8, N7CH2) 35 trans 5.43 (s; 1H) 5.74 (s; 1H) 2.93 (d; ca.11Hz; 1H) 3.05 (d; ca.10Hz; 1H) 3.43-3.69 (m; 2H) 3.47 (s; 3H; OCH3) 3.85 (s; 3H; OCH3) 3.43-3.69 (m; 4H; H6, H8, N7CH2) 36 trans 5.45 (s; 1H) 5.75 (s; 1H) 2.94 (d; 11.9Hz; 1H) 3.05 (d; 10.9Hz; 1H) 3.66 (d; ca.11Hz; 1H) 3.47 (s; 3H; OCH3) 3.86 (s; 3H; OCH3) 0.87 (t; 6.9Hz; 3H; H1'') 1.16-1.34 (m; 18H; H2''H10'') 1.52-1.66 (m; 2H; H11'') 2.28-2.42 (m; 1H; H12'') 2.48-2.62 (m; 1H; H12'') Ar 7.11 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 2H; H5') 7.53 (td; 7.7Hz, 1.6Hz; 2H; H4') 7.94 (d; 7.7Hz; 2H; H3') 8.42 (d; ca.4Hz; 2H; H6') 7.14 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5*) 7.56-7.63 (m; 2H; H3*, H4') 7.69-7.72 (m; 2H; H3', H4*) 8.30 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 8.47 (d; ca.4Hz; 1H; H6*) 7.03-7.09 (m; 2H; H5', H5''') 6.83-6.94 (br; 1H; H3''') 7.14 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 7.42 (t; ca.7Hz; 1H; 1H; H5*) 7.55-7.62 (m; 2H; H3*, H4') H4''') 7.69-7.73 (m; 2H; H3', H4*) 8.42 (d; ca.4Hz; 1H; 8.30 (d; ca.4Hz; 1H; H6') H6''') 8.47 (d; ca.4Hz; 1H; H6*) 7.03-7.09 (m; 2H; H5', H5''') 7.14 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 3.58 (d; 13.4Hz; 1H; NCH2) 1H; H5*) 7.57 (d; ca.8Hz; 1H; H3*) 6.84-6.96 (br; 1H; H3''') 7.60 (td; 7.7Hz, 1.6Hz; 1H; 7.43 (t; ca.7Hz; 1H; H4''') H4') 8.42 (d; ca.4Hz; 1H; 7.68-7.76 (m; 2H; H3', H4*) H6''') 8.31 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 8.48 (d; ca.4Hz; 1H; H6*) 147 7.01-7.11 (m; 2H; H5', H5''') Experimenteller Teil 3.44-3.54 (m; 2H; H6 od. H8, N7CH2) 0.85 (t; 6.8Hz; 3H; H1'') 1.13-1.28 (m; 14H; H2''H8'') 1.47-1.69 (m; 2H; H9'') 2.31-2.38 (m; 1H; H10'') 2.47-2.62 (m; 1H; H10'') R2 3.58 (s; 2H; NCH2) 7.25 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5'') 7.34 (d; 7.7Hz; 1H; H3'') 7.67 (td; 7.7Hz, 1.5Hz; 1H; H4'') 8.64 (d; ca.4Hz; 1H; H6'') 3.58 (d; 13.9Hz; 1H; NCH2) 6.84-6.95 (br; 1H; H3''') 7.42 (t; ca.7Hz; 1H; H4''') 8.42 (d; ca.4Hz; 1H; H6''') H2/4 5.44 (s; 1H) 5.74 (s; 1H) H6/8 2.93 (d; ca.11Hz; 1H) 3.05 (d; ca.10Hz; 1H) Ester 3.47 (s; 3H; OCH3) 3.85 (s; 3H; OCH3) 3.44-3.70 (m; 4H; H6, H8, N7CH2) 38 trans 5.43 (s; 1H) 5.73 (s; 1H) 2.92 (d; ca.12Hz; 1H) 3.04 (d; ca.11Hz; 1H) 3.47 (s; 3H; OCH3) 3.85 (s; 3H; OCH3) 3.42-3.76 (m; 4H; H6, H8, N7CH2) 39 trans 5.285.47 (br; 2H) 40 trans 5.44 (s; 1H) 5.68 (s; 1H) R1 0.86 (t; 6.8Hz; 3H; H1'') 1.15-1.30 (m; 22H; H2''H12'') 1.48-1.66 (m; 2H; H13'') 2.30-2.43 (m; 1H; H14'') 2.47-2.62 (m; 1H; H14'') 0.86 (t; 6.6Hz; 3H; H1'') 1.17-1.38 (m; 30H; H2''H16'') 1.49-1.69 (br; 2H; H17'') 2.26-2.39 (m; 1H; H18'') 2.45-2.63 (m; 1H; H18'') R2 6.83-6.95 (br; 1H; H3''') 7.39-7.46 (br; 1H; H4''') 8.42 (d; ca.4Hz; 1H; H6''') 7.03-7.09 (m; H5', H5''') 6.84-6.95 (br; 1H; H3''') 7.44 (t; ca.7Hz; 1H; H4''') 8.42 (d; ca.4Hz; 1H; H6''') Ar 7.14 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5*) 7.55-7.62 (m; 2H; H3*, H4') 7.69-7.73 (m; 2H; H3', H4*) 8.30 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 8.47 (d; ca.4Hz; 1H; H6*) 7.15 (dd; ca.8Hz, ca.5Hz; 1H; H5*) 7.54-7.64 (m; 2H; H3*, H4') 7.69-7.75 (m; 2H; H3', H4*) 8.30 (d; ca.5Hz; 1H; H6') 8.48 (d; ca.4Hz; 1H; H6*) 7.01-7.11 (m; 2H; H5', H5''') 3.45 (s; 3H; 7.43 (d; 7.1Hz; 2H; H2'', 7.06 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; OCH3) H6'') 1H; H5') 3.84 (s; 3H; 7.93-8.03 (br; 1H; H3') OCH3) 8.34 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 3.51-3.74 (m; 6H; H6, H8, N3CH2, N7CH2) 7.14-7.19 (m; 2H; H5*, H5''') 7.19-7.32 (m; 5H; H3*, H3''-H5'', H3''') 7.53-7.69 (m; 3H; H4', H4*, H4''') 8.50-8.54 (m; 2H; H6*, H6''') 6.84-6.98 (br; 1H; H3''') 3.47 (s; 3H; 2.94 (d; ca.10Hz; 7.48 (d; ca.8Hz; 1H; H3*) 1.49-1.73 (br; 4H; H2'', 7.33-7.43 (br; 1H; H4''') OCH3) 1H) 7.60 (td; 7.7Hz, 1.5Hz; 1H; H3'') 3.84 (s; 3H; H4') 8.42 (d; ca.5Hz; 1H; 3.06 (d; ca.9Hz; 1H) 2.37-2.44 (m; 2H; H4'') OCH3) 7.65-7.76 (m; 2H; H3', H4*) H6''') 2.49-2.64 (m; 2H; H1'') 8.31 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 7.24 (t; 7.5Hz; 2H; H7'', H9'') 8.49 (d; ca.4Hz; 1H; H6*) 3.43-3.72 (m; 4H; H6, H8, N7CH2) 7.03-7.12 (m; 4H; H5', H6'', H10'', H5''') 7.12-7.20 (m; 2H; H5*, H8'') 2.99 (d; 11.6Hz; 1H) 3.15 (d; 10.9Hz; 1H) Experimenteller Teil 148 Verb. 37 trans Verb. 41 trans H2/4 5.60 (s; 1H) 5.84 (s; 1H) 5.44 (s; 2H) 43 trans 5.36 (s; 1H) 5.61 (s; 1H) 44 trans 5.36 (s; 1H) 5.61 (s; 1H) Ester 3.44 (s; 3H; OCH3) 3.84 (s; 3H; OCH3) R1 2.58-2.67 (m; 1H; H4'') R2 6.81 (d; ca.7Hz; 1H; H3''') 7.08 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5''') 7.41 (t; ca.7Hz; 1H; H4''') 8.43 (d; ca.4Hz; 1H; H6''') 149 2.88-3.02 (m; 2H; H6 od. H8, H4'') 3.42-3.74 (m; 10H; H6, H8, H1''-H3'', N7CH2) 2.56 (d; 11.8Hz; 2H) 3.76 (s; 6H; 3.76 (s; 2H; NCH2) 0.90 (t; 6.7Hz; 3H; H1''') 3.06 (d; 11.8Hz; 2H) OCH3) 6.80 (d; 7.7Hz; 1H; H3'') 1.24-1.35 (m; 10H; H2'''6.99 (dd; ca.7Hz, H6''') 1.36-1.47 (br; 2H; H7''') ca.5Hz; 1H; H5'') 2.22-2.26 (m; 2H; H8''') 7.40 (td; 7.7Hz, 1.8Hz; 1H; H4'') 8.45 (d; ca.4Hz; 1H; H6'') 0.88 (t; 6.9Hz; 3H; H1''') 3.73 (d; 16.2Hz; 1H; 2.72 (d; 11.8Hz; 1H) 3.44 (s; 3H; 2.94 (d; 10.9Hz; 1H) OCH3) NCH2) 1.09-1.34 (m; 16H; H2'''H9''') 3.51 (d; 11.8Hz; 1H) 3.85 (s; 3H; 3.92 (br; 1H; NCH2) 3.61 (d; 10.9Hz; 1H) OCH3) 7.76 (d; ca.8Hz; 1H; 2.12-2.30 (m; 2H; H10''') H3'') 8.53 (d; ca.5Hz; 1H; H6'') 7.07-7.18 (m; 3H; H5', H5*, H5'') 7.58-7.73 (m; 4H; H3*, H4', H4*, H4'') 2.72 (d; 12.0Hz; 1H) 3.44 (s; 3H; 0.87 (t; 6.7Hz; 3H; H1''') 3.73 (d; 15.9Hz; 1H; 2.94 (d; 10.8Hz; 1H) OCH3) NCH2) 1.09-1.34 (m; 24H; H2'''3.51 (d; 12.0Hz; 1H) 3.85 (s; 3H; 3.92 (br; 1H; NCH2) H13''') 3.61 (d; 10.8Hz; 1H) OCH3) 7.75 (d; ca.7Hz; 1H; 2.09-2.29 (m; 2H; H14''') H3'') 8.52 (d; ca.5Hz; 1H; H6'') 7.07-7.18 (m; 3H; H5', H5*, H5'') 7.58-7.72 (m; 4H; H3*, H4', H4*, H4'') Ar 7.03 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5') 7.11-7.17 (m; 1H; H5*) 7.55 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; 1H; H4') 7.66-7.76 (m; 3H; H3', H3*, H4*) 8.28 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 8.47 (d; ca.5Hz; 1H; H6*) 7.14 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 2H; H5') 7.68 (td; 7.8Hz, 1.5Hz; 2H; H4') 8.12 (d; 7.8Hz; 2H; H3') 8.49 (d; ca.4Hz; 2H; H6') 7.84 (d; 7.8Hz; 1H; H3') 8.47 (dd; ca.5Hz, ca.1Hz; 1H; H6') 8.55 (dd; ca.5Hz, ca.1Hz; 1H; H6*) 7.84 (d; ca.8Hz; 1H; H3') 8.46 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 8.54 (d; ca.5Hz; 1H; H6*) Experimenteller Teil 42 cis H6/8 3.07 (d; 11.1Hz; 1H) H2/4 5.37 (s; 1H) 5.61 (s; 1H) H6/8 2.72 (d; 12.0Hz; 1H) 2.95 (d; 10.9Hz; 1H) 3.51 (d; 12.0Hz; 1H) 3.61 (d; 10.9Hz; 1H) Ester 3.45 (s; 3H; OCH3) 3.86 (s; 3H; OCH3) 46 trans 5.16 (s; 1H) 5.36 (s; 1H) 2.86 (d; 11.9Hz; 1H) 3.02 (d; 11.1Hz; 1H) 3.42 (s; 3H; OCH3) 3.85 (s; 3H; OCH3) R1 R2 3.74 (d; 16.2Hz; 1H; 0.87 (t; 6.7Hz; 3H; H1''') NCH2) 1.09-1.33 (m; 32H; H2'''H17''') 3.93 (br; 1H; NCH2) 2.12-2.30 (m; 2H; H18''') 7.76 (d; ca.7Hz; 1H; H3'') 8.53 (d; ca.5Hz; 1H; H6'') 7.08-7.19 (m; 3H; H5', H5*, H5'') 7.58-7.73 (m; 4H; H3*, H4', H4*, H4'') 7.33-7.43 (br; 1H; H3'') 7.27-7.32 (m; 3H; H2''', 7.64 (td; 7.7Hz, 1.6Hz; H4''', H6''') 1H; H4'') 3.43-3.51 (m; 3H; H6 od. H8, N7CH2) 3.60-3.69 (m; 3H; H6 od. H8, N3CH2) 47 trans 5.36 (s; 1H) 5.65 (s; 1H) 2.75 (d; 11.6Hz; 1H) 2.93 (d; 10.6Hz; 1H) 3.53 (d; 11.6Hz; 1H) 3.62 (d; 10.6Hz; 1H) 3.45 (s; 3H; OCH3) 3.86 (s; 3H; OCH3) 7.11-7.23 (m; 4H; H5*, H5'', H3''', H5''') 8.50-8.58 (m; 2H; H6*, H6'') 0.80-1.12 (m; 1H; H3''') 3.73 (d; 15.9Hz; 1H; 1.13-1.46 (m; 3H; H2''', NCH2) H3''') 3.95 (br; 1H; NCH2) 2.14-2.34 (m; 2H; H1''') 2.39-2.52 (m; 2H; H4''') 7.23 (t; 7.3Hz; 2H; H7''', H9''') 6.99-7.08 (m; 3H; H5', H6''', H10''') 7.11-7.20 (m; 3H; H5*, H5'', H8''') 7.59 (t; 7.5Hz; 1H; H4* od. H4'') 7.67-7.83 (m; 4H; H3', H3*, H3'', H4* od. H4'') 8.51-8.60 (m; 2H; H6*, H6'') Ar 7.84 (d; ca.8Hz; 1H; H3') 8.47 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 8.55 (d; ca.4Hz; 1H; H6*) 7.05 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5') 7.52 (td; 7.5Hz, 1.5Hz; 1H; H4') 7.58 (td; 7.5Hz, 1.7Hz; 1H; H4*) 7.68 (d; 7.5Hz; 1H; H3*) 7.92 (d; 7.5Hz; 1H; H3') 8.34 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 7.46 (t; 7.5Hz; 1H; H4') 8.44 (d; 3.3Hz; 1H; H6') Experimenteller Teil 150 Verb. 45 trans Verb. 48 trans H2/4 5.45 (s; 1H) 5.88 (s; 1H) H6/8 2.97 (d; 10.6Hz; 1H) 3.45-3.56 (m; 2H) Ester 3.48 (s; 3H; OCH3) 3.88 (s; 3H; OCH3) R1 0.86 (t; 6.9Hz; 3H; H1'') 1.17-1.33 (m; 18H; H2''-H10'') R2 1.64-1.75 (m; 1H; H1''' od. H2''') 1.99 (s; 6H; NCH3) 2.68-2.79 (m; 2H; H6 od. H8, H12'') 49 trans 5.41 (s; 1H) 5.62 (s; 1H) 2.75 (d; 11.8Hz; 1H) 2.92 (d; 10.9Hz; 1H) 3.53 (d; 11.8Hz; 1H) 3.44-3.51 (m; 1H) 3.49 (s; 3H; OCH3) 3.87 (s; 3H; OCH3) 50 cis 4.74 (s; 2H) 2.65 (d; 11.1Hz; 2H) 3.10 (d; 11.1Hz; 2H) 1.34 (t; 6.9Hz; 6H; CH3) 4.22-4.33 (m; 4H; OCH2) 51 cis 4.67 (s; 2H) 2.76 (d; 11.9Hz; 2H) 3.23 (d; 11.9Hz; 2H) 1.29 (t; 7.1Hz; 6H; CH3) 4.19-4.26 (m; 4H; OCH2) 1.52-1.64 (m; 3H; H11'', H1''' od. H2''') 2.18-2.45 (m; 3H; H12'', H1''' od. H2''') 2.04 (s; 3H; NCH3) 0.87 (t; 6.8Hz; 3H; H1'') 1.16-1.34 (m; 18H; H2''-H10'') 1.49-1.63 (m; 2H; H11'') 2.28-2.39 (m; 1H; H12'') 2.44-2.55 (m; 1H; H12'') 2.38-2.55 (m; 8H; H1''2.03 (s; 3H; H3'') NCH3) 3.72 (br; 4H; H4'') 1.96 (s; 3H; NCH3) 7.08-7.17 (m; 2H; H5', H5*) 7.54 (d; 7.8Hz; 1H; H3') 7.59-7.67 (m; 2H; H3*,H4*) 7.70 (td; 7.8Hz, 1.6Hz; 1H; H4') 8.50 (d; ca.5Hz; 2H; H6', H6*) 7.20 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 2H; H5') 7.72 (td; 7.7Hz, 1.4Hz; 2H; H4') 8.08 (d; ca.7Hz; 2H; H3') 8.51 (d; ca.4Hz; 2H; H6') 7.11 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz, ca.1Hz; 2H; H5') 7.52 (td; 7.7Hz, 1.6Hz; 2H; H4') 7.92 (d; 7.7Hz; 2H; H3') 8.43 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 2H; H6') 151 Experimenteller Teil 3.59 (s; 2H; NCH2) 7.24 (dd; ca.7Hz, ca. 5Hz; 1H; H5'') 7.40 (d; 7.7Hz; 1H; H3'') 7.68 (td; 7.7Hz, 1.3Hz; 1H; H4'') 8.63 (dd; 4.8Hz, ca. 1Hz; 1H; H6'') Ar 7.09-7.16 (m; 2H; H5', H5*) 7.58-7.63 (m; 2H; H3*,H4*) 7.65 (d; ca.8Hz; 1H; H3') 7.73 (td; 7.6Hz, 1.6Hz; 1H; H4') 8.46 (d; ca.4Hz; 1H; H6') 8.53 (d; ca.5Hz; 1H; H6*) H2/4 5.48 (s; 1H) 6.02 (s; 1H) H6/8 2.71 (d; 12.0Hz; 1H) 2.95 (d; 10.9Hz; 1H) 3.45 (d; 10.9Hz; 1H) 3.56 (d; 12.0Hz; 1H) 2.52 (d; 12.1Hz; R2) 2.76 (d; 12.1Hz; R1) 2.96 (d; 12.4Hz; R2) 3.23 (d; 12.1Hz; R1) 53 cis Rotamere R1:R2 2:1 4.67 (s; R1) 4.74 (s; R2) 54 cis 4.77 (s; 2H) 2.72 (d; 11.5Hz; 2H) 3.15 (d; 11.5Hz; 2H) 55 cis 4.71 (s; 2H) 2.84 (d; 12.1Hz; 2H) 3.30 (d; 12.1Hz; 2H) Ester 1.66-1.80 (m; 2H; H6'') 3.72-3.82 (m; 1H; H7'') 3.92-4.01 (m; 1H; H7'') 4.30 (t; 6.4Hz; 2H; H7'') R1 2.32-2.48 (m; 1H; H12''') 2.82-2.92 (m; 1H; H12''') R2 1.96 (s; 6H; NCH3) 2.11-2.32 (m; 2H; H1'''' od. H2'''') 0.81-0.91 (m; 9H; H1'', H1''') 0.91-1.51 (m; 37H; H2''-H6'', H2'''-H10''', H1'''' od. H2'''') 1.52-1.66 (m; 3H; H11''', H1'''' od. H2'''') 0.87 (t; 6.7Hz; 6H; H1'') 1.97 (s; NCH3 3.60 (s; 2H; NCH2) 1.21-1.39 (m; 20H; H2''- R1) 7.24 (dd; ca.7Hz, ca. H6'') 2.03 (s; NCH3 5Hz; 1H; H5''') 1.61-1.75 (m; 4H; H7'') R2) 7.39 (d; 7.6Hz; 1H; 4.08-4.25 (m; 4H; H8'') H3''') 7.67 (td; 7.6Hz, 1.8Hz; 1H; H4''') 8.64 (dd; 4.8Hz, ca. 1Hz; 1H; H6''') 5.21 (d; 12.6Hz; 2H; OCH2) 5.25 (d; 12.6Hz; 2H; OCH2) 7.30-7.38 (m; 6H; H3''H5'') 7.44 (d; 6.6Hz; 4H; H2'', H6'') 5.18-5.24 (m; 4H; OCH2) 7.42 (d; 6.6Hz; 4H; H2'', H6'') 2.03 (s; 3H; NCH3) 2.32-2.55 (m; 8H; H1'''H3''') 3.67-3.73 (m; 4H; H4''') 1.97 (s; 3H; NCH3) 3.60 (s; 2H; NCH2) 7.23 (dd; ca.8Hz, ca. 5Hz; 1H; H5''') 7.62 (td; ca.8Hz, 1.6Hz; 1H; H4''') 8.63 (d; ca.4Hz; 1H; H6''') 7.30-7.37 (m; 7H; H3''-H5'', H3''') Ar 7.09-7.16 (m; 2H; H5', H5*) 7.55 (d; 7.7Hz; 1H; H3*) 7.61 (td; 7.7Hz, 1.6Hz; 1H; H4*) 7.71 (d; 7.8Hz; 1H; H3') 7.74 (td; 7.8Hz, 1.5Hz; 1H; H4') 8.45 (d; ca.5Hz; 1H; H6') 8.53 (d; ca.4Hz; 1H; H6*) 7.11 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz, ca. 1Hz; H5' R1) 7.19 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz, ca. 1Hz; H5' R2) 7.53 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; H4' R1) 7.75 (td; 7.8Hz, 1.5Hz; H4' R2) 7.92 (d; 7.7Hz; H3' R1) 8.06 (d; 7.8Hz; H3' R2) 8.44 (dd; ca.5Hz, ca.1Hz; H6' R1) 8.49 (dd; ca.5Hz, ca.1Hz; H6' R2) 7.18 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 2H; H5') 7.68 (td; 7.6Hz, 1.4Hz; 2H; H4') 8.01 (d; 7.6Hz; 2H; H3') 8.43 (d; ca.4Hz; 2H; H6') 7.10 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 2H; H5') 7.50 (td; 7.7Hz, 1.6Hz; 2H; H4') 7.86 (d; 7.7Hz; 2H; H3') 8.38 (d; 3.8Hz; 2H; H6') Experimenteller Teil 152 Verb. 52 trans 13 C-NMR-Daten der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurederivate 21-55 *: Mit Standardmessparametern konnte kein Signal detektiert werden (s. 3.2.3.3.1) Bei den angegebenen Kopplungskonstanten handelt es sich um Jn(C,F)-Kopplungen. Verb. 21 cis Rotamere C1/5 63.03; 63.25; 63.31; 63.50 C2/4 72.11 (d; 1.5Hz); 72.20 (d; 1.5Hz); 72.42 (d; 1.5Hz); 72.53 (d; 1.5Hz) C6/8 57.07; 58.23; 59.43 C9 203.86; 203.92 Ester 52.48; 52.22 (OCH3) 168.10; 168.18; 168.22 (C=O) R1 43.28; 43.33 (NCH3) R2 62.87; 62.92; 63.09 (NCH2) 127.97; 128.12; 128.67; 128.76; 128.88; 130.11; 130.59; 130.10 (C2''-C6'') 136.15; 136.59 (C1'') 22 trans 61.52; 64.53 67.82 (d; 1.5Hz); 68.58 (d; 1.5Hz) 53.59; 61.41 203.49 52.20; 52.79 (OCH3) 168.37; 168.89 (C=O) 66.63 (NCH2) 127.28 (C4'') 128.18 (C2'', C6'') 128.88 (C3'', C5'') 138.35 (C1'') 44.24 (NCH3) Ar 114.84 (d; 20.5Hz); 115.95 (d; 20.5Hz); 115.66 (d; 21.1Hz); 115.83; 115.94; 115.99; 116.02; 116.05; 116.16 [C2', C4'] 124.31 (d; 2.2Hz); 124.42 (d; 2.9Hz); 124.79 (d; 2.9Hz); 124.87 (d; 2.9Hz) [C6'] 129.82 (d; 8.1Hz); 129.97 (d; 8.1Hz) [C5'] 140.61 (d; 6.6Hz); 140.83 (m); 141.18 (d; 6.6Hz); 141.46 (d; 7.3Hz) [C1'] 162.47 (d; 245.9Hz); 162.59 (d; 245.2Hz); 163.30 (d; 246.6Hz); 163.42 (d; 245.9Hz) [C3'] 114.91 (d; 21.2Hz); 115.61 (d; 21.2Hz); 116.05 (d; 22.7Hz); 116.48 (d; 22.7Hz) [C2', C4'] 124.64 (d; 2.9Hz); 124.86 (m) [C6'] 129.83 (d; 8.1Hz); 130.16 (d; 8.1Hz) [C5'] 138.86 (d; 5.9Hz); 140.64 (d; 7.3Hz) [C1'] 162.61 (d; 246.6Hz); 163.13 (d; 245.9Hz) [C3'] Experimenteller Teil 153 C1/5 63.22; 63.27; 63.46 C2/4 66.52; 66.69; 66.90 (d; 1.5Hz) C6/8 57.42; 58.70; 58.77; 60.12 C9 203.87; 203.94 Ester 52.47; 52.52 (OCH3) 168.18; 168.26; 168.31 (C=O) 24 trans 61.54; 64.50 67.70 (d; 1.5Hz); 68.26 (d; 1.5Hz) 60.32; 64.08 203.55 52.22; 52.86 (OCH3) 168.41; 168.93 (C=O) 25 cis Rotamere 63.23 71.98; 72.31 60.10; 60.20 203.47 67.52; 67.68 (OCH2) 128.60; 128.66; 128.73; 128.80; 128.83 (C2''C6'', C2'''-C6''') 135.04; 135.18 (C1'', C1''') 167.68 (C=O) R1 53.16; 53.22 (NCH2) R2 62.95; 62.98; 63.12 (NCH2) Ar 114.95 (d; 20.5Hz); 115.05 (d; 19.8Hz); 115.80 (d; 21.2Hz); 116.12 (d; 22.0Hz); 116.17 (d; 22.0Hz); 116.75 (d; 22.7Hz); 116.91 (d; 22.7Hz) [C2', C4'] 124.65 (m); 124.78 (d; 1.5Hz); 125.62 (d; 2.2Hz); 125.72 (m) [C6'] 139.84 (d; 6.6Hz); 140.13 (d; 5.9Hz); 140.48 (d; 6.6Hz); 140.81 (d; 7.3Hz) [C1'] 162.57 (d; 246.6Hz); 162.69 (d; 245.9Hz); 163.39 (d; 246.6Hz); 163.54 (d; 245.9Hz) [C3'] 133.13; 136.00; 136.56; 136.77 (C1'', C1''') 127.73; 127.97; 128.19; 128.24; 128.71; 128.78; 128.88; 129.87; 129.95; 130.03; 130.13; 130.16; 130.21; 130.47; 130.66 (C2''-C6'', C2'''C6''', C5') 53.73 (NCH2) 62.63 (NCH2) 114.88 (d; 21.2Hz); 115.59 (d; 128.22 (C2'', 130.27 (C2''', 21.2Hz); 116.03 (d; 22.7Hz); 116.50 C6'') C6''') (d; 22.0Hz) [C2', C4'] 124.59 (d; 137.99 (C1'') 136.55 (C1''') 2.9Hz); 124.86 (m) [C6'] 129.77 (d; 8.1Hz); 130.14 (d; 8.1Hz) [C5'] 138.80 (d; 5.9Hz); 140.47 (d; 6.6Hz) [C1'] 127.19; 128.03 (C4'', C4''') 128.76; 128.86 (C3'', C3''', C5'', 162.54 (d; 246.6Hz); 163.12 (d; 246.6Hz) [C3'] C5''') 44.52 (NCH3) 115.01 (d; 20.5Hz); 115.57 (d; 43.15 (NCH3) 22.0Hz); 115.86 (d; 22.7Hz); 116.40 (d; 21.2Hz) [C2', C4'] 124.66 (d; 2.2Hz); 124.88 (m) [C6'] 129.88 (d; 8.1Hz); 130.16 (m) [C5'] 141.34141.79 (m) [C1'] 162.63 (d; 245.9Hz); 163.42 (d; 245.2Hz) [C3'] Experimenteller Teil 154 Verb. 23 cis Rotamere Verb. 26 cis Rotamere (DMSOd6) C1/5 62.21; 62.29 C2/4 70.97; 71.08; 71.42; 71.49 C6/8 60.14; 60.21 C9 204.44; 204.51 Ester 168.75; 168.79; 168.84 (C=O) R1 42.79 (NCH3) R2 44.06 (NCH3) 27 cis Rotamere 63.26; 63.58 72.00; 72.34 60.04; 60.13 203.83; 203.90 52.45; 52.49 (OCH3) 168.16; 168.18 (C=O) 43.23 (NCH3) 12.93; 14.26 (C2'''') 39.32; 42.94 (C1'''') 72.83 (NCH) 171.04 (C=O) 114.91; 115.11; 115.32; 115.48; 115.54; 115.70; 115.75; 115.89; 115.97; 116.11; 116.36; 124.35; 124.83; 126.14; 126.59; 126.78; 126.94; 127.63; 127.67; 127.73; 127.85; 128.22; 128.43; 128.52; 128.67; 128.93; 129.88; 129.96; 130.05; 130.15; 130.23 (C2', C4', C5', C6', C2''-C6'', C2''', C3''', C5''', C6''') 136.39; 140.36; 140.83; 141.35; 141.42; 141.64; 141.71; 141.82; 142.54 (C1', C1'', C1''', C4''') Ar 114.57; 114.75; 114.87; 114.97; 115.10; 115.20; 115.41; 115.87; 116.06; 116.11 [C2', C4'] 124.78125.04 (m) [C6'] 130.20-130.54 (m) [C5'] 141.67 (d; 8.0Hz); 141.99 (d; 7.3Hz) [C1'] 161.76 (d; 243.0Hz); 162.53 (d; 243.0Hz) [C3'] 162.66 (d; 245.9Hz); 163.42 (d; 245.9Hz) [C3'] Experimenteller Teil 155 C1/5 62.58 C2/4 73.91 C6/8 59.13 C9 203.79 Ester 52.59 (OCH3) 168.65 (C=O) R1 43.37 (NCH3) 29 trans 62.13 ; 62.42 67.06 (C4); 68.35 (C2) 61.75 (C8); 65.94 (C6) 203.99 51.98 (OCH3(C5)); 52.60 (OCH3(C1)) 169.73 (C=O(C5)); 170.32 (C=O(C1)) 53.27 (NCH2) 127.16 (C4'') 128.05 (C2'', C6'') 128.68 (C3'', C5'') 138.95 (C1'') 30 trans 62.35 66.89; 68.42 60.11; 63.99 * 52.10; 52.74 (OCH3) 169.73; 170.42 (C=O) 53.47 (NCH2) 31 cis 62.45 73.74 60.83 203.16 32 cis 62.14 73.64 59.13 203.52 33 cis 62.53 74.00 58.87 203.53 67.42 (OCH2) 128.11; 128.48; 128.55 (C2''-C6'') 135.90 (C1'') 168.16 (C=O) 52.41 (OCH3) 168.56 (C=O) 52.58 (OCH3) 168.66 (C=O) R2 62.24 (NCH2) 127.76 (C4'') 128.54 (C2'', C6'') 130.54 (C3'', C5'') 137.04 (C1'') 44.02 (NCH3) 61.96 (NCH2) 127.19; 127.41; 128.13; 128.52; 128.71; 129.60 (C2''-C6'', C2'''-C6''') 137.07; 138.83 (C1'', C1''') 43.28 (NCH3) 44.65 (NCH3) 43.23 (NCH3) 45.71 (NCH3) 55.07; 56.63 (C1'', C2'') 43.25 (NCH3) 63.69 (NCH2) 122.52 (C5'') 124.60 (C3'') 136.41 (C4'') 149.71 (C6'') 157.10 (C2'') Ar 122.98 (C5') 123.54 (C3') 136.26 (C4') 149.19 (C6') 158.58 (C2') 121.83 (C5*); 122.23 (C5', C3*) 122.69 (C3') 136.07 (C4*); 136.23 (C4') 148.44 (C6*); 148.88 (C6') 157.35 (C2*); 159.24 (C2') 121.91; 122.41 (C3', C3*, C5', C5*) 136.17 (C4', C4*) 148.47 (C6*); 149.02 (C6') 159.07 (C2', C2*) 122.90 (C5') 123.62 (C3') 136.32 (C4') 149.27 (C6') 159.27 (C2') 122.89 (C5') 123.72 (C3') 136.23 (C4') 149.12 (C6') 158.76 (C2') 122.96 (C5') 123.93 (C3') 136.36 (C4') 149.20 (C6') 158.65 (C2') Experimenteller Teil 156 Verb. 28 cis C1/5 62.53; 63.03 C2/4 67.49; 67.61 C6/8 59.11; 64.15 C9 * Ester 51.94; 52.95 (OCH3) 170.08; 171.05 (C=O) R1 14.19 (C1'') 22.72; 27.22; 28.57; 29.30; 29.60; 31.90 (C2''C7'') 49.36 (C8'') 35 trans 62.45; 62.98 67.49; 67.60 59.04; 64.05 * 51.97; 52.95 (OCH3) 170.05; 171.04 (C=O) 14.19 (C1'') 22.74; 27.21; 28.54; 29.39; 29.63, 31.97 (C2''C9'') 49.38 (C10'') 36 trans 62.53; 63.01 67.52; 67.66 59.10; 64.14 * 51.99; 52.97 (OCH3) 170.10; 171.05 (C=O) 37 trans 62.47; 62.95 67.49; 67.60 59.05; 64.06 * 51.97; 52.95 (OCH3) 170.05; 171.02 (C=O) 14.23 (C1'') 22.80; 27.25; 28.59; 29.45; 29.68; 29.72; 29.75; 29.77, 32.03 (C2''-C11'') 49.39 (C12'') 14.21 (C1'') 22.77; 27.22; 28.57; 29.44; 29.65; 29.70; 29.73; 29.75; 29.77; 32.01 (C2''C13'') 49.37 (C14'') 14.23 (C1'') 22.80; 27.23; 28.55; 29.47; 29.69; 29.73; 29.81; 32.04 (C2''C17'') 49.41 (C18'') 38 trans 62.45; 62.95 67.50; 67.64 59.07; 64.07 * 52.02; 52.99 (OCH3) 170.08; 171.00 (C=O) R2 Ar 136.17 (C4'); 136.38 (C4*) 62.73 (NCH2) 148.44 (C6*); 148.85 (C6') 122.76 (C3''') 136.47 (C4''') 158.81 (C2*); 159.93 (C2') 149.21 (C6''') 157.59 (C2''') 121.51; 121.68; 121.86; 121.94; 121.97 (C3', C3*, C5', C5*, C5''') 62.70 (NCH2) 136.19 (C4'); 136.44 (C4*) 122.79 (C3''') 148.39 (C6*); 148.86 (C6') 136.50 (C4''') 158.74 (C2*); 159.88 (C2') 149.21 (C6''') 157.57 (C2''') 121.52; 121.54; 121.70; 121.96; 121.99 (C3', C3*, C5', C5*, C5''') 62.76 (NCH2) 136.19 (C4'); 136.42 (C4*) 122.78 (C3''') 148.44 (C6*); 148.89 (C6') 158.79 (C2*); 159.95 (C2') 136.49 (C4''') 149.26 (C6''') 157.63 (C2''') 121.53; 121.71; 121.99; 122.78 (C3', C3*, C5', C5*, C5''') 62.71 (NCH2) 136.19 (C4'); 136.44 (C4*) 122.77 (C3''') 148.39 (C6*); 148.87 (C6') 136.50 (C4''') 158.73 (C2*); 159.91 (C2') 149.21 (C6''') 157.58 (C2''') 157 121.53; 121.71; 121.85; 121.97; 121.99 (C3', C3*, C5', C5*, C5''') 62.65 (NCH2) 136.23 (C4'); 136.46 (C4*) 122.82 (C3''') 148.41 (C6*); 148.88 (C6') 158.69 (C2*); 159.86 (C2') 136.58 (C4''') 149.20 (C6''') 157.55 (C2''') 121.56; 121.74; 121.77; 121.94; 122.03 (C3', C3*, C5', C5*, C5''') Experimenteller Teil Verb. 34 trans C1/5 62.60 C2/4 68.24 C6/8 59.83; 63.97 C9 * Ester 52.09; 52.77 (OCH3) 169.84; 170.49 (C=O) R1 53.48 (NCH2) 127.21 (C4'') 128.27 (C3'', C5'') 128.67 (C2'', C6'') 138.88 (C1'') 40 trans 62.48 67.49; 67.71 59.09; 64.10 * 52.04; 52.97 (OCH3) 169.94; 170.97 (C=O) 27.84; 28.80 (C2'', C3'') 35.72 (C4'') 49.22 (C1'') 125.84 (C8'') 128.41 (C7'', C9'') 128.46 (C6'',C10'') 142.34 (C5'') 48.94 (C4'') 61.87 (C1'') 70.11; 72.53 (C2'', C3'') 41 trans 62.53; 63.25 67.92; 68.00 58.66; 64.33 205.38 52.00; 53.05 (OCH3) 169.91; 170.97 (C=O) 42 cis 62.62 70.42 59.34 203.99 52.63 (OCH3) 169.14 (C=O) 43 trans 62.48; 63.06 67.22; 68.05 59.66; 64.50 * 51.98; 52.89 (OCH3) 170.07; 170.94 (C=O) R2 63.19 (NCH2) Ar 122.25 (C5') 122.30 (C3') 149.03 (C6') 159.21 (C2') 121.90 (C5*, C5'''); 123.54 (C3*, C3'''); 136.15; 136.27; 136.51 (C4', C4*, C4'''); 148.52; 149.49 (C6*, C6'''); 157.33 (C2*, C2''') 62.75 (NCH2) 148.41 (C6*); 148.94 (C6') 122.87 (C3''') 158.56 (C2*); 159.80 (C2') 149.25 (C6''') 157.51 (C2''') 121.61; 121.79; 122.05 (C3', C3*, C5', C5*, C5''') 136.24; 136.42; 136.54 (C4', C4*, C4''') 62.74 (NCH2) 136.27 (C4'); 136.54 (C4*) 123.01 (C3''') 148.49 (C6*); 148.88 (C6') 136.62 (C4''') 158.65 (C2*); 159.40 (C2') 149.17 (C6''') 157.32 (C2''') 121.81; 121.92; 121.97; 122.08 (C3', C3*, C5', C5*, C5''') 57.68 (NCH2) 14.22 (C1''') 122.79 (C5') 121.81 (C5'') 22.78; 26.80; 124.68 (C3') 124.10 (C3'') 27.84; 29.40; 135.87 (C4') 135.73 (C4'') 29.66; 31.98 (C2'''- 149.23 (C6') 149.40 (C6'') C7''') 158.97 (C2') 156.73 (C2'') 57.82 (C8''') 55.07 (NCH2) 14.23 (C1''') 122.26 (C3') 148.50 (C6'') 22.79; 27.02; 136.38 (C4') 157.99 (C2'') 27.40; 29.43; 148.89 (C6'); 149.74 (C6*) 29.60; 29.63; 159.40; 159.58 (C2', C2*) 31.99 (C2'''-C9''') 56.68 (C10''') 121.80; 122.08; 122.11 (C5', C5*, C5''); 122.52 (C3*, C3''); 136.65; 136.70 (C4*, C4'') Experimenteller Teil 158 Verb. 39 trans Verb. 44 trans C1/5 62.45; 63.06 C2/4 67.19; 68.02 C6/8 59.60; 64.47 C9 205.27 Ester 51.96; 52.87 (OCH3) 170.05; 170.93 (C=O) 45 trans 62.46; 63.06 67.20; 68.02 59.63; 64.48 * 51.96; 52.87 (OCH3) 170.05; 170.93 (C=O) 46 trans 62.48 67.30; 68.53 60.25; 63.94 * 52.10; 52.76 (OCH3) 169.65; 170.30 (C=O) R1 55.05 (NCH2) 148.47 (C6'') 158.06 (C2'') R2 Ar 122.25.25 (C3') 14.21 (C1''') 136.37 (C4') 22.78; 27.01; 148.87 (C6'); 149.72 (C6*) 27.38; 29.45; 159.38; 159.54 (C2', C2*) 29.59; 29.67; 29.75; 29.76; 29.79; 32.02 (C2'''C13''') 56.64 (C14''') 121.78; 122.06; 122.10 (C5', C5*, C5''); 122.50 (C3*, C3'') 136.67 (C4*, C4'') 55.05 (NCH2) 14.21 (C1''') 122.24 (C3') 22.78; 27.01; 148.48 (C6'') 136.37 (C4') 158.04 (C2'') 27.39; 29.45; 148.87 (C6'); 149.72 (C6*) 29.60; 29.68; 159.40; 159.56 (C2', C2*) 29.76; 29.78; 29.80; 32.02 (C2'''C17''') 56.65 (C18''') 121.78; 122.05; 122.09 (C5', C5*, C5''); 122.50 (C3*, C3'') 136.67 (C4*, C4'') 55.19 (NCH2) 62.03 (NCH2) 136.17 (C4'); 136.82 (C4*) 136.36 (C4'') 127.41 (C4''') 149.07 (C6'); 149.51 (C6*) 148.31 (C6'') 128.51 (C2''', C6''') 158.82; 159.34 (C2', C2*) 156.79 (C2'') 129.64 (C3''', C5''') 137.05 (C1''') 121.95; 122.08; 122.53; 122.61; 122.94 (C3', C3*, C3'', C5', C5*, C5'') Experimenteller Teil 159 C1/5 62.45; 63.10 C2/4 67.10; 67.91 C6/8 59.63; 64.25 C9 * Ester 51.99; 52.91 (OCH3) 170.05; 170.96 (C=O) 48 trans 62.30; 63.62 66.85; 67.37 58.87; 64.86 207.13 51.82; 53.00 (OCH3) 170.31; 171.46 (C=O) 49 trans 62.55; 62.77 67.73; 67.83 61.34; 66.07 * 51.96; 52.92 (OCH3) 170.29; 171.08 (C=O) 50 cis 62.29 73.70 59.10 203.35 14.15 (CH3) 61.77 (OCH2) 168.19 (C=O) 51 cis 62.45 73.91 58.78 203.33 14.15 (CH3) 61.73 (OCH2) 168.12 (C=O) R1 55.02 (NCH2) 148.51 (C6'') 158.10 (C2'') R2 Ar 136.43 (C4') 26.58 (C3''') 148.83 (C6'); 149.73 (C6*) 29.12 (C2''') 159.32 (C2'); 159.48 (C2*) 35.76 (C4''') 56.29 (C1''') 125.82 (C8''') 128.37 (C6''', C7''', C9''', C10''') 142.36 (C5''') 121.82; 122.04; 122.12; 122.52 (C3', C3*, C3'', C5', C5*, C5'') 136.71 (C4*, C4'') 14.21 (C1'') 45.72 (NCH3) 120.96 (C3') 22.77; 27.23; 53.71; 56.71 (C1''', 121.53; 121.65 (C5', C5*) 28.86; 29.42; C2''') 121.75 (C3*) 29.69; 29.72; 136.37; 136.55 (C4', C4*) 29.74; 32.00 (C2''148.43 (C6'); 148.69 (C6*) C11'') 159.37 (C2'); 160.28 (C2*) 49.05 (C12'') 121.68; 121.86 (C3', C5', 14.24 (C1'') 43.81 (NCH3) C5*) 22.82; 27.20; 122.37 (C3*) 28.41; 29.47; 136.16; 136.34 (C4', C4*) 29.69; 29.73; 148.45; 148.68 (C6', C6*) 29.74; 29.76; 158.79; 160.04 (C2', C2*) 29.79; 32.04 (C2''C11'') 49.25 (C12'') 54.07; 56.05 (C1''- 122.96 (C5') 43.26 (NCH3) C3'') 123.81 (C3') 66.98 (C4'') 136.16 (C4') 149.24 (C6') 159.13 (C2') 43.09 (NCH3) 63.70 (NCH2) 122.82 (C5') 122.42 (C5'') 124.05 (C3') 124.50 (C3'') 136.19 (C4') 136.37 (C4'') 149.05 (C6') 149.56 (C6'') 158.84 (C2') 157.30 (C2'') Experimenteller Teil 160 Verb. 47 trans Verb. 52 trans C1/5 62.10; 63.85 C2/4 66.50; 67.11 C6/8 58.65, 65.04 C9 207.53 53 cis Rotamere R1:R2 2:1 62.33; 62.58 73.90; 73.97 58.81; 60.91 203.12; 203.37 54 cis 62.58 73.58 58.99 202.92 55 cis 62.75 73.83 58.70 202.87 Ester R1 65.06; 66.13 (C7'') 49.20 (C12''') 170.05; 171.23 (C=O) 14.18; 14.22 (C1'', C1''') 22.70; 22.80; 25.88; 25.98; 27.39; 28.25; 28.72; 28.99; 29.04; 29.29; 29.46; 29.75; 29.76; 29.82; 29.84; 31.81; 31.87; 32.03 (C2''-C6'', C2'''C11''') 14.23 (C1'') 43.14; 43.33 22.78; 25.97; (NCH3) 28.47; 29.31; 31.94 (C2''-C7'') 65.86 (C8'') 168.18; 168.21 (C=O) 43.21 (NCH3) 67.51 (OCH2) 128.16 (C4'') 128.49 (C3'', C5'') 128.59 (C2'', C6'') 135.84 (C1'') 168.29 (C=O) 43.03 (NCH3) 67.43 (OCH2) 128.12 (C4'') 128.49 (C3'', C5'') 128.53 (C2'', C6'') 135.90 (C1'') 168.24 (C=O) R2 45.71 (NCH3) 53.59; 56.73 (C1'''', C2'''') Ar 120.59 (C3') 121.37; 121.41; 121.47 (C3*, C5', C5*) 136.38; 136.59 (C4', C4*) 148.51; 148.63 (C6', C6*) 159.95; 160.56 (C2', C2*) 63.76 (NCH2) 122.78; 122.89 (C5') 122.42 (C5''') 123.71; 124.05 (C3') 124.52 (C3''') 149.08; 149.22 (C6') 149.59 (C6''') 136.16; 136.28; 136.34 (C4', C4''') 157.37; 158.94; 159.48 (C2', C2''') 54.01; 54.07; 56.13 (C1'''-C3''') 66.98 (C4''') 122.94 (C5') 123.78 (C3') 136.19 (C4') 149.33 (C6') 158.98 (C2') 63.65 (NCH2) 122.45 (C5''') 124.48 (C3''') 136.39 (C4''') 149.56 (C6''') 157.30 (C2''') 122.82 (C5') 124.06 (C3') 136.21 (C4') 149.17 (C6') 158.65 (C2') Experimenteller Teil 161 Experimenteller Teil 6.7. Synthese der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ole 6.7.1. Reduktion zu den 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxy-methyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen 56-62 modifiziert nach104 R 2 N 6 8 7 1'/ 1* Ar: OH 2'/ 2* HO 9 5 OH 1 4 N R 3'/ 3* 4'/ 4* 3 Ar 2 Ar 6'/ 6* N 6'/ 6* 1' /1* 5'/ 5* 2'/ 2* 5'/ 5* 4'/ 4* 3'/ 3* F 1 Verb. Ar R1 R2 Verb. Ar R1 R2 3-F-CH3 2-CH3 -CH3 -CH3 56 60 cis Phenyl cis Pyridyl syn syn Rotamere 3-F-CH3 2-CH3 Benzyl Benzyl 57 61 cis Phenyl cis Pyridyl syn syn Rotamere 2-CH3 2-Picolyl 3-FBenzyl -CH3 58 62 cis/trans cis Pyridyl Phenyl syn * Rotamere 3-FBenzyl Benzyl 59 Phenyl cis Rotamere *: Konfiguration an C9 konnte nicht durch 1D-NOESY-Messungen bestimmt werden (s. 3.2.9) 10mmol des entsprechend substituierten 9-Oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan1,5-dicarbonsäuredimethylesters (HZ2, 3FLB, 21-23, 28, 33) werden in 100ml wasserfreiem THF gelöst und unter Rückfluss erhitzt. Man gibt 5.7g (150mmol) NaBH4 unter starkem Rühren hinzu. Es wird über einen Zeitraum von 1-2h 25ml wasserfreies MeOH zugetropft. Sollte nach 2h noch immer Edukt vorhanden sein, gibt man erneut 1.9g (50mmol) NaBH4 zur Lösung und tropft weitere 5ml wasserfreies MeOH zu. Dieser Vorgang kann mehrmals bis zur vollständigen 162 Experimenteller Teil Reduktion des Eduktes wiederholt werden. Die Reaktion wird mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: CHCl3/MeOH 20+5; RF=0.4-0.5) verfolgt. Wenn die Reaktion beendet ist, wird durch Zugabe von 50ml H2O und 20ml 0.1M NaOHLösung hydrolysiert und unter Rückfluss 0.5h erhitzt, bis keine Gasentwicklung mehr zu beobachten ist. Man lässt den Ansatz abkühlen und trennt die THFPhase von der Wasserphase. Die organische Phase wird über Na2SO4 getrocknet und weitestgehend zur Trockene eingeengt. Der Rückstand wird in 150ml 3M HCl aufgenommen und 2.5h unter Rückfluss erhitzt. Die Lösung wird mit 2.5M NaOH-Lösung auf pH 9 eingestellt und mit 4x50ml CHCl3 extrahiert. Die organischen Phasen werden vereinigt und mit 3x80ml halbkonzentrierter NaHCO3-Lösung, 1x80ml halbkonzentrierter und 1x80ml gesättigter NaClLösung gewaschen und über Na2SO4 getrocknet. Das Lösungsmittel wird im Vakuum entfernt. Man erhält das entsprechende 1,5-Di-(hydroxymethyl)-3,7diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ol als Rohprodukt. Aufarbeitung erfolgt nach folgenden Methoden: Methode 1 : Der Rückstand wird in 100ml EtOH/Aceton 1:1 gelöst. Man gibt 4g Aktivkohle hinzu und erhitzt die Lösung 1.5h unter Rückfluss. Die Aktivkohle wird abfiltriert, mit EtOH gewaschen. Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert. a) Der Rückstand wird aus CHCl3 umkristallisiert. b) Der Rückstand wird aus Aceton umkristallisiert. Methode 2 : Der Rückstand wird aus Cyclohexan umkristallisiert. Methode 3 : Der Rückstand wird aus Cyclohexan umkristallisiert. Das erhaltene Produkt wird aus MeOH/H2O umkristallisiert. Verbindung 58 fällt als cis/trans-Gemisch an. Durch Umkristallisation kann nur wenig cis-Isomer auskristallisiert werden. Zur weiteren Umsetzung wird jedoch das Gemisch eingesetzt. Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.7.3-0. 163 Experimenteller Teil 6.7.2. N-Debenzylierung zu den 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen 63-65 R 2 N 6 8 7 HO 9 5 6'/ 6* Ar: OH OH 1 1' /1* 5'/ 5* 2'/ 2* 4'/ 4* 3'/ 3* 3 Ar N 4 R Verb. 63 cis syn Rotamere 64 syn trans 65 cis 1mmol des 2 F Ar 1 Ar 3-F-Phenyl R1 -CH3 R2 -H 3-F-Phenyl -H -CH3 3-F-Phenyl -H -H entsprechend benzylsubstituierten 1,5-Di-(hydroxymethyl)-3,7- diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ols (57-59) werden in 30ml MeOH gelöst. Man gibt vorsichtig 1.1g (0.5mmol) 10% Pd/C (50% angefeuchtet mit H2O) hinzu. Es wird bei Raumtemperatur und 50bar H2-Druck hydriert. Die Reaktion kann mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc/EtOH 1:1; RF=0.2-0.4) kontrolliert werden. Nach 3h ist die Reaktion beendet. Der Katalysator wird vorsichtig abfiltriert und mit MeOH gewaschen. Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert. Das Rohprodukt wird nach folgenden Methoden aufgearbeitet: Methode 4 : Man kristallisiert aus Aceton um. Methode 5 : Man kristallisiert aus Aceton/H2O um. Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.7.3-0. 164 Experimenteller Teil 6.7.3. Analytische Daten der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diaza- bicyclo[3.3.1]nonan-9-ole 56-65 Verb. Summenformel 56 57 58 59 60 C23H28F2N2O3 C29H32F2N2O3 C29H32F2N2O3 C35H36F2N2O3 C21H28N4O3 C27H32N4O3 61 C26H31N5O3 62 C22H26F2N2O3 63 C22H26F2N2O3 64 C21H24F2N2O3 65 * cis-Isomer aus MeOH/H2O Molmasse (g/mol) 418.5 494.6 494.6 570.7 384.5 Ausbeute (% d. Th.) [Methode] 65 [1a] 62 [2] 77 [3] 39 [3] 60 [1a] (Lit.: 3576) 460.6 461.6 404.5 404.5 390.4 58 [2] 7 [1b] 14 [4] 16 [5] 23 [5] Smt (°C) 195 165 133* 124 200 (Zers.) (Lit.: 74-7576) 176 237 (Zers.) 155 (Zers.) 165 (Zers.) 159 (Zers.) IR-Daten der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9ole 56-65 Verb. 56 57 58 59 60 61 62 63 64 65 Wellenzahl (cm-1) 3250 (breit), 2940, 2780, 1610, 1590, 1480, 1450, 1260, 1240, 1070, 1040, 780, 750, 700 3340 (breit), 2930, 2850, 1610, 1590, 1480, 1450, 1250, 1050, 1030, 780, 750, 700 3350 (breit), 3030, 2930, 2840, 2790, 1610, 1590, 1480, 1450, 1230, 1130, 1070, 1030, 780, 740, 700 3370 (breit), 3030, 2930, 2810, 1610, 1590, 1480, 1450, 1240, 1130, 1030, 780, 750, 700 3240 (breit), 2930, 2840, 2790, 1590, 1570, 1470, 1430, 1090, 1060, 1000, 770, 740 3350 (breit), 3030, 2950, 2840, 2790, 1590, 1570, 1470, 1430, 1260, 1240, 1080, 1060, 1040, 770, 750, 700 3390 (breit), 2940, 2810, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1080, 1040, 1000, 900, 780, 760, 680 3520 (breit), 3280, 2950, 2890, 1610, 1590, 1480, 1450, 1360, 1270, 1230, 1070, 920, 780, 760, 700 3430 (breit), 3210, 3070, 2940, 2800, 1610, 1590, 1480, 1450, 1270, 1240, 1150, 1080, 1050, 910, 790, 690 3300 (breit), 2930, 2870, 1610, 1590, 1480, 1450, 1240, 1140, 1070, 870, 790, 700 Methode ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR 165 H-NMR-Daten der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ole 56-65 Verb. 56 cis syn Rotamere (DMSOd6) 57 cis syn Rotamere H2/4 3.66-3.70 (m; 2H) H6/8 1.69-1.77 (m; 2H) 2.23-2.30 (m; 2H) H9/OH 4.01 (br; 1H; H9) 4.79 (br; 1H; OH) 4.00 (s) 4.02 (s) 4.10 (s) 4.11 (s) 1.38 (d; 11.6Hz) 1.49 (d; 11.9Hz) 1.59 (d; 11.1Hz) 2.46-2.52 (m) 4.13 (s; 1H; H9) 4.66 (br; 1H; OH) 58 cis syn Rotamere 4.66 (s; 1H) 4.71 (s; 1H) 1.28-1.34 (m; 2H) 2.24-2.34 (m; 2H) 3.98 (s; 1H; H9) 4.33 (br; 1H; OH) 59 cis Rotamere 4.56 (s) 4.59 (s) 4.66 (s) 4.68 (s) 4.35 (s; 2H) 1.29 (d; 11.6Hz) 1.37-1.42 (m) 1.52 (d; 11.6Hz) 2.40-2.45 (m) 1.38 (d; 11.8Hz; 2H) 2.21 (d; 11.8Hz; 2H) 4.00 (br; 1H; H9) 4.21 (br; 1H; OH) 3.85 (s; 1H; H9) 4.09 (br; 1H; OH) 60 cis syn CH2OH 2.73-2.77 (m; 2H; OCH2) 3.43-3.48 (m; 2H; OCH2) 4.46-4.50 (m; 2H; OH) 3.23-3.32 (m; 4H; OCH2) R1 1.63 (s; 3H; NCH3) R2 2.06-2.08 (m; 3H; NCH3) 1.73-1.77 (m; 3H; NCH3) 3.01 (d; 12.0Hz; NCH2) 3.23-3.32 (m; 1H; NCH2) 3.50 (d; 12.0Hz; NCH2) 3.43-3.47 (m; 2H; NCH2) 6.97-7.02 (m; 4H) 7.12-7.47 (m; 7H) 7.98-8.08 (m; 2H) 2.70-3.71 (m; 8H; OCH2, NCH2) 3.00-3.22 (m; 2H; OH) 3.23-3.29 (m; 4H; OCH2) Ar 6.96-7.08 (m; 4H; H4', H2', H6') 7.25-7.31 (m; 1H; H5') 7.39-7.47 (m; 1H; H5') 7.77-7.90 (m; 2H; H6', H2') 6.76-8.01 (m; 13H; Ar-H) 2.09-2.14 (m; 3H; NCH3) 6.81-8.19 (m; 18H; Ar-H) 3.16 (d; 11.5Hz; 2H; OCH2) 3.49 (d; 11.5Hz; 2H; OCH2) 4.23 (br; 2H; OH) 1.93 (s; 3H; NCH3) 2.07 (s; 3H; NCH3) 7.20 (ddd; 7.6Hz, ca.5Hz, 1.2Hz; 2H; H5') 7.76 (td; 7.6Hz, 1.3Hz; 2H; H4') 8.10 (d; 7.6Hz; 2H; H3') 8.49 (d; ca.4Hz; 2H; H6') Experimenteller Teil 166 1 Verb. 61 cis syn (DMSOd6) 62 cis 63 cis syn Rotamere (DMSOd6) 64 trans syn (DMSOd6) R1 1.52 (s; 3H; NCH3) R2 3.17 (s; 2H; NCH2) 7.32-7.53 (m; 5H; H2''-H6'') Ar 7.08-7.17 (m; 2H; H5') 7.32-7.53 (m; 2H; H4') 7.90 (d; 7.9Hz; 2H; H3') 8.36 (d; 4.4Hz; 2H; H6') 1.78 (s; 3H; NCH3) 7.13 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 2H; H5') 7.51 (t; ca.7Hz; 2H; H4') 7.87 (d; 7.8Hz; 2H; H3') 8.42 (d; ca.4Hz; 2H; H6') 4.15 (s; 1H; H9) 4.88-4.89 (m; 1H; OH) 2.56-2.62 (m; 2H; OCH2) 3.36-3.39 (m; 2H; OCH2) 4.44 (d; m; 2H; OH) 1.63 (s; 3H; NCH3) 3.47 (s; 2H; NCH2) 7.21-7.29 (m; 1H; H5'') 7.42 (d; 7.8Hz; 1H; H3'') 7.73 (t; ca.7Hz; 1H; H4'') 8.62 (d; ca.4Hz; 1H; H6'') NH keine Zuordnung 3.69 (d; 4.5Hz; 1H; H9) 4.65 (d; 4.5Hz; 1H; OH) 2.56-2.62 (m; 1H; OCH2) 3.07-3.10 (m; 1H; OCH2) 3.36-3.42 (m; 2H; OCH2) 4.34 (t; 5.0Hz; 1H; OH) 4.44 (t; 4.5Hz; 1H; OH) NH keine Zuordnung H6/8 1.91 (d; 11.8Hz; 2H) 2.27 (d; 11.8Hz; 2H) H9/OH 4.03 (s; 1H; H9) 4.64 (br; 1H; OH) 3.80 (s; 2H) 2.01-2.13 (br; 4H) 4.21-4.30 (br; 2H; H9, OH) 3.81-3.84 (m; 2H) 2.34-2.41 (m; 2H) 2.56-2.62 (m; 2H) 4.14 (s; 1H) 4.50 (s; 1H) 1.92 (d; 11.6Hz; 1H) 2.08-2.11 (m; 1H) 2.56-2.62 (m; 1H) 3.07-3.10 (m; 1H) 2.19 (s; 3H; NCH3) 6.98-7.04 (m; 2H; H2' od. H4', H6') 7.04-7.14 (m; 2H; H2' od. H4') 7.29-7.36 (m; 1H; H5') 7.44-7.51 (m; 2H; H2' od. H4', H5', H6') 7.59-7.62 (m; 1H; H2' od. H4', H6') 6.88-6.93 (td; 8.4Hz, 2.0Hz; 1H; H4') 7.06-7.15 (m; 3H; H2', H4', H6') 7.15-7.25 (m; 1H; H5') 7.37-7.40 (m; 2H; H5', H6') 7.45-7.48 (m; 1H; H2') 167 Experimenteller Teil CH2OH 2.62 (d; 11.5Hz; 2H; OCH2) 3.60 (d; 11.5Hz; 2H; OCH2) 4.24 (br; 2H; OH) 2.67-2.78 (m; 2H; OCH2) 3.66-3.76 (m; 2H; OCH2) 4.30-4.42 (br; 2H; OH) H2/4 3.69 (s; 2H) H2/4 4.89 (s; 2H) H6/8 2.29 (d; 15.1Hz; 2H) 2.83 (d; 15.1Hz; 2H) H9/OH 4.21 (s; 1H) CH2OH 3.05 (d; 10.8Hz; 2H; OCH2) 3.29 (d; 10.8Hz; 2H; OCH2) R1 NH keine Zuordnung R2 NH keine Zuordnung Ar 6.90-7.40 (m; 8H; Ar-H) 13 C-NMR-Daten der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ole 56-65 Bei den angegebenen Kopplungskonstanten handelt es sich um Jn(C,F)-Kopplungen. Verb. 56 cis syn Rotamere (DMSOd6) C1/5 41.59; 41.62 C2/4 66.70; 66.79; 66.99; 67.07 C6/8 57.67; 57.71; 57.78; 57.82 C9 68.51; 68.59; 68.94; 68.99 CH2O 63.60; 63.73; 63.83; 63.97 R1 43.48; 43.53; 43.57 (NCH3) R2 45.46; 45.52; 45.57 (NCH3) Ar 113.07 (d; 21.2Hz); 113.11 (d; 21.2Hz); 113.78 (d; 21.2Hz); 113.82 (d; 22.0Hz); 115.04 (d; 22.0Hz); 115.18 (d; 22.0Hz); 116.35 (d; 20.5Hz); 116.38 (d; 20.5Hz) [C2', C4'] 124.80 (d; 2.2Hz); 124.93 (d; 2.2Hz); 125.57 (d; 2.2Hz); 125.61 (d; 2.2Hz) [C6'] 128.84 (d; 8.1Hz); 128.90 (d; 8.1Hz); 129.58 (d; 8.1Hz); 129.70 (d; 8.1Hz) [C5'] 145.58 (2d; 6.2Hz); 145.88 (2d; 6.2Hz) [C1'] 161.35 (d; 242.2Hz); 161.37 (d; 242.2Hz); 162.59 (d; 241.5Hz) [C3'] Experimenteller Teil 168 Verb. 65 cis Verb. 57 cis syn Rotamere C1/5 41.67; 41.78; 41.79; 41.92 C2/4 64.98 (d; 1.5Hz); 65.06 (d; 1.5Hz); 65.22 (d; 1.5Hz); 65.34 (d; 1.5Hz) C6/8 54.92; 55.96; 55.99; 57.08 C9 80.47; 80.58; 80.66 CH2O 68.26; 68.29; 68.36 58 cis syn Rotamere 41.63; 41.67 58.92; 59.16 58.12; 58.22 80.35; 80.48 68.23 59 cis Rotamere 41.51; 41.63; 41.77 58.89; 58.97; 59.14 (d; 1.5Hz); 59.23 55.07; 56.22; 56.29; 57.53 80.09; 80.18; 80.27 68.21; 68.26; 68.34 R1 44.25; 44.29 (NCH3) R2 64.08; 64.15 (NCH2) 127.55; 127.65; 128.37; 128.47; 128.62; 130.06; 130.49; 130.56 (C2''-C6'') 136.81; 137.25; 137.47 (C1'') 169 Experimenteller Teil Ar 113.47 (d; 20.5Hz); 113.53 (d; 20.5Hz); 114.28 (d; 22.0Hz); 114.31 (d; 22.0Hz); 116.10 (d; 22.0Hz); 116.21 (d; 22.0Hz); 116.50 (d; 21.2Hz); 116.67 (d; 20.5Hz) [C2', C4'] 125.08 (d; 2.9Hz); 125.12 (d; 2.9Hz); 125.37 (d; 2.2Hz); 125.41 (d; 2.9Hz) [C6'] 128.75 (d; 8.1Hz); 128.85 (d; 8.8Hz); 129.37 (d; 7.3Hz); 129.41 (d; 8.1Hz) [C5'] 143.75 (d; 5.9Hz); 144.05 (d; 6.6Hz); 144.31 (d; 6.6Hz); 144.64 (d; 6.6Hz) [C1'] 162.14 (d; 243.7Hz); 162.25 (d; 244.4Hz); 163.43 (d; 244.4Hz); 163.53 (d; 244.4Hz) 54.54 (NCH2) 45.39 (NCH3) 113.70 (d; 20.5Hz); 113.76 (d; 20.5Hz); 125.89 (C4'') 114.38 (d; 22.0Hz); 114.47 (d; 22.0Hz); 126.81 (C2'', 116.81 (d; 22.0Hz); 117.15 (d; 20.5Hz) C6'') [C2', C4'] 127.72; 127.74; 127.77 [C6'] 130.45 (C3'', 128.95 (d; 8.8Hz); 129.59 (d; 8.1Hz); C5'') 129.75 (d; 8.1Hz) [C5'] 143.89 (d; 135.55 (C1'') 5.9Hz); 144.03 (d; 5.9Hz); 144.16 (d; 6.6Hz); 144.34 (d; 6.6Hz) [C1'] 162.44 (d; 244.4Hz); 163.70 (d; 244.4Hz) 53.78; 54.14; 64.09; 64.15; 113.52 (d; 20.5Hz); 113.60 (d; 19.8Hz); 54.20 (NCH2) 114.38 (d; 22.0Hz); 114.40 (d; 21.2Hz); 64.34 (NCH2) 116.74; 116.87; 116.93; 116.97; 116.99 (d; 20.5Hz) [C2', C4'] 142.96 (d; 6.6Hz); 143.31 (d; 6.6Hz); 143.58 (d; 7.3Hz); 143.95 (d; 7.3Hz) [C1'] 162.19 (d; 244.4Hz); 162.30 (d; 244.4Hz); 163.50 (d; 245.2Hz); 163.62 (d; 244.4Hz) 125.82; 125.92; 126.80; 127.55; 127.67; 127.71; 127.73; 128.04; 128.09; 128.37; 128.40; 128.48; 128.60; 128.63; 128.80; 128.88; 128.91; 128.99; 129.14; 129.31; 129.37; 129.45; 129.98; 130.06; 130.12; 130.56; 130.60 (C5', C6', C2''-C6'', C2'''-C6''') 135.42; 136.59; 137.11; 137.34 (C1'', C1''') C1/5 42.68 C2/4 67.55 C6/8 57.88 C9 81.39 CH2O 68.52 R1 44.49 (NCH3) R2 45.71 (NCH3) 61 cis syn (DMSOd6) 42.08 69.51 56.17 67.05 63.07; 63.19 43.50 (NCH3) 62 cis 43.94 73.30 50.73 69.03 62.74 45.00 (NCH3) 63 cis syn Rotamere (DMSOd6) 40.97; 41.01 68.25; 68.32; 68.44 48.74; 48.82; 48.83; 48.93; 48.99 70.06; 70.07; 70.10 63.48; 63.58; 63.65; 63.73 44.07 (NCH3) 63.91 (NCH2) 127.08 (C4'') 127.08; 128.18 (C2''-C6'') 130.28 (C3'', C5'') 137.83 (C1'') 65.64 (NCH2) 122.19 (C5'') 124.79 (C3'') 136.16 (C4'') 149.41 (C6'') 158.58 (C2'') NH Ar 122.36 (C5') 124.00 (C3') 136.70 (C4') 148.26 (C6') 163.03 (C2') 121.82 (C5') 123.62 (C3') 135.54 (C4') 147.38 (C6') 162.84 (C2') 122.42 (C5') 123.90 (C3') 136.53 (C4') 148.05 (C6') 161.46 (C2') 113.54 (d; 21.2Hz); 113.59 (d; 20.5Hz); 114.02 (d; 21.2Hz); 114.07 ( d; 21.2Hz); 114.43 (d; 22.0Hz); 116.65 (d; 21.2Hz); 116.71 (d; 21.2Hz) [C2', C4'] 123.50 (d; 2.2Hz); 123.80 (d; 2.2Hz); 125.97 (d; 2.2Hz); 126.02 (d; 2.2Hz) [C6'] 129.29 (d; 8.1Hz); 129.44 (d; 8.1Hz); 130.12 (d; 8.1Hz) [C5'] 143.43 (d; 5.9Hz); 143.48 (d; 5.9Hz); 143.56 (d; 6.6Hz); 143.59 (d; 6.6Hz) [C1'] 161.55 (d; 243.0Hz); 161.60 (d; 243.0Hz); 162.68 (d; 242.2Hz); 162.76 (d; 242.2Hz) Experimenteller Teil 170 Verb. 60 cis syn Verb. 64 trans syn (DMSOd6) C1/5 40.46; 41.96 C2/4 57.13 (d; 2.2Hz); 62.45 C6/8 58.32; 66.27 C9 71.30 CH2O 63.57; 64.66 R1 NH R2 46.20 (NCH3) 65 cis 40.67 58.98 48.73 77.36 65.99 NH NH Ar 111.83 (d; 21.2Hz); 113.41 (d; 20.5Hz); 114.71 (d; 21.2Hz); 115.85 (d; 21.2Hz) [C2', C4'] 124.10 (d; 2.2Hz); 125.37 (d; 2.9Hz) [C6'] 128.18 (d; 8.1Hz); 129.67 (d; 8.1Hz) [C5'] 144.39 (d; 7.3Hz); 144.42 (d; 6.6Hz); 147.95 (d; 5.9Hz) [C1'] 161.46 (d; 240.0Hz); 161.92 (d; 242.7Hz) [C3'] 114.86 (d; 21.2Hz); 115.30 (d, 21.2Hz) [C2', C4'] 124.09 (d; 2.2Hz) [C6'] 129.99 (d; 8.1Hz) [C5'] 142.48 (d; 6.6Hz) [C1'] 162.96 (d; 245.9Hz) [C3'] Experimenteller Teil 171 Experimenteller Teil 6.8. Synthese der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan1,5-di-carbonsäuredimethylester 6.8.1. Reduktion der C9-Ketofunktion zu den 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylestern 66-69 modifiziert nach111 R 2 1' Ar: N 6 8 7 OH O O 6' N 2' 6' 1' 5' 3' 5' 2' 4' 4' H3CO 9 5 3' F OCH3 1 3 Ar 4 N R Verb. 66 Rotamere syn:anti 40:60 66a Rotamere anti 66b Rotamere syn 67 syn:anti 50:50 67a anti 2 Ar 1 Ar 3-FPhenyl R1 -CH3 R2 -CH3 Verb. 67b syn Ar 2-Pyridyl R1 -CH3 R2 -CH3 3-FPhenyl -CH3 -CH3 2-Pyridyl -CH3 2-Picolyl 3-FPhenyl -CH3 -CH3 2-Pyridyl -CH3 -(CH2)N(CH3)2 2-Pyridyl -CH3 -CH3 68 syn:anti 60:40 69 syn:anti 60:40 69a anti 2-Pyridyl -CH3 -(CH2)N(CH3)2 2-Pyridyl -CH3 -CH3 2-Pyridyl -CH3 -(CH2)N(CH3)2 69b syn Es werden 10mmol des entsprechenden 9-Oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5dicarbonsäuredimethylesters (HZ2, 3FLB, 32, 33) in 50ml Methanol gelöst. Man gibt eine Spatelspitze Bromkresolgrün zur Reaktionslösung. Nach Zugabe von 0.3g (5mmol) Na(CN)BH3 wird bei Raumtemperatur gerührt. Der pH-Wert der Lösung muss ständig durch tropfenweise Zugabe von 1M methanolischer HCl im Bereich 3-4 konstant gehalten werden, was durch die gelbe Indikatorfarbe angezeigt wird. Die Reaktion wird mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc; RF=0.2-0.4 (67, 68, 69); FM: CHCl3; RF=0.5 (66a), 0.9 (66b)) kontrolliert. 172 Experimenteller Teil Nachdem die Reaktion beendet ist (2-12h), wird das Lösungsmittel im Vakuum abdestilliert. Der Rückstand wird mit gesättigter NaHCO3-Lösung aufgenommen, mit 2.5M NaOH-Lösung auf pH 9 eingestellt und mit 4x25ml CHCl3 extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden über Na2SO4 getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum abdestilliert. Der glasartige Rückstand wird säulenchromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc/EtOH 1:1; RF=0.8-0.9) gereinigt. Nach Abdestillieren des Fließmittels im Vakuum erhält man den entsprechenden 9-Hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredi- methylester als syn/anti-Gemisch. Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.8.5-0. 6.8.2. Trennung der diastereomeren 9-Hydroxy-2,4-di-(3-fluorphenyl)-3,7diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di-carbonsäuredimethylester 66a und 66b 2g (4.2mmol) des nach 6.8.1 erhaltenen Diastereomerengemischs 66 wird in wenig CHCl3 gelöst. Durch präparative Säulenchromatographie (Stat. Phase: 100g bas. ALOX; FM: CHCl3; RF=0.5 (66a), 0.9 (66b)) können die Diastereomeren getrennt werden. (s. Tab. 10) Verb. 66a cis anti 66b cis syn 66a + 66b RF 0.51 Menge (g) 0.12 Ausbeute 6% 0.88 0.16 8% --- 1.63 81% Tab. 10 Eckdaten eines Einzellaufes der Trennung von 66a/b Das restliche Material wird in Mischfraktionen eluiert und erneut durch präparative Säulenchromatographie getrennt. Der Vorgang wird solange wiederholt, bis das gesamte Gemisch getrennt ist. Die das jeweils reine Diastereomer enthaltene Fraktionen werden vereinigt und das Lösungsmittel im Vakuum 173 Experimenteller Teil abdestilliert. Man erhält beide Diastereomere 66a/b jeweils als amorphen, farblosen Feststoff. Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.8.5-0. 6.8.3. Trennung der diastereomeren 9-Hydroxy-2,4-di-(2-pyridyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 67a und 67b Die analytische HPLC-Methode (Parameter siehe 6.1) wird auf ein Flashchromatographiesystem (Parameter siehe 6.1) extrapoliert. 0.1g (0.2mmol) des Diastereomerengemischs 67 werden in 2.0ml MeOH und 1.6ml Pufferlösung gelöst. Diese Lösung wird auf die Säule aufgetragen. Man eluiert bei 1.8bar N2Druck mit 8.5ml/min. Das Eluat wird mittels eines UV-Detektors mit Durchflusszelle analysiert und online integriert. Das Sammeln des Eluats, welches das jeweilige Diastereomer enthält, erfolgt gemäß des aufgezeichneten Chromatogramms. Das Eluat von 67a (Peak A) wird innerhalb einer gemessenen Absorption von 0.2-0.27 und das von 67b (Peak B) innerhalb von 0.3-0.15 gesammelt. Die dazwischen liegende Mischfraktion wird verworfen. (s. Abb. 73) Das Elutionsmittel wird im Vakuum weitestgehend abdestilliert und der Rückstand in 100ml CHCl3 (über NaHCO3 gelagert) aufgenommen. Die Lösung wird in einen Scheidetrichter überführt. Nach heftigem Schütteln wird die minimale wässrige Phase abgetrennt und verworfen. Die organische Phase wird mit 3x25ml ges. NaHCO3-Lösung und 1x25ml ges. NaCl-Lösung gewaschen. Die organische Phase wird über Na2SO4 getrocknet und im Vakuum abdestilliert. Man erhält die beiden Diastereomeren 67a und 67b jeweils als amorphen, farblosen Feststoff. Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.8.5-0. 174 Experimenteller Teil Lauf 1 2 3 4 5 6 7 tR (67a) [min] 63.7-91.1 63.1-92.8 60.9-92.8 62.0-95.5 62.7-96.5 67.5-104.6 68.0-104.2 tR (67b) [min] 121.3-170.0 112.4-170.6 115.2-178.3 118.1-179.2 121.1-180.4 132.1-202.6 134.3-206.9 Lauf 8 9 10 11 12 13 14 tR (67a) [min] 63.5-97.2 62.4-97.6 74.0-114.6 66.5-100.5 64.1-105.1 63.9-102.9 68.8-111.3 tR (67b) [min] 117.0-187.3 120.2-197.2 142.5-219.8 122.3-194.0 121.6-203.9 117.4-202.1 138.3-236.2 Tab. 11 Retentionszeiten der Einzelläufe Abs 300 200 Zeit Peak A Misch- Peak B fraktion Abb. 73 Skizziertes Chromatogramm der Trennung von 67a/b 6.8.4. Trennung der diastereomeren 9-Hydroxy-2,4-di-(2-pyrdiyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 69a und 69b Das nach 5.7.1. angefallene Diastereomerengemisch 69 wird in wenig Et2O gelöst. Durch vorsichtige Zugabe von wenig n-Pentan kann das anti-Isomer 69a ausgefällt werden. Der farblose Feststoff wird abfiltriert und mit n-Pentan gewaschen. Aus der erhaltenen Mutterlauge kann durch Zugabe von mehr nPentan das syn-Isomer 69b ausgefällt werden. Der farblose Feststoff wird abfiltriert und mit n-Pentan gewaschen. Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.8.5-0. 175 Experimenteller Teil 6.8.5. Analytische Daten der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 66-69 Verb. Summenformel 66 66a 66b 67 67a 67b 68 69 69a 69b C25H28F2N2O5 C25H28F2N2O5 C25H28F2N2O5 C23H28N4O5 C23H28N4O5 C23H28N4O5 C28H31N5O5 C26H35N5O5 C26H35N5O5 C26H35N5O5 Molmasse (g/mol) 474.5 474.5 474.5 440.5 440.5 440.5 517.6 497.6 497.6 497.6 Ausbeute (% d. Th.) Smt (°C) 99 26 59 70 43 30 84 64 32 20 185 215 136 215 241 (Zers.) 199 (Zers.) 160 169 (Zers.) 195 (Zers.) 144 IR-Daten der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di-carbonsäuredimethylester 66-69 Verb. 66 66a 66b 67 67a 67b 68 69 69a 69b 176 Wellenzahl (cm-1) 3510 (breit), 2960, 2850, 2800, 1750, 1710, 1610, 1590, 1480, 1450, 1280, 1240, 1100, 1070, 1020, 780, 700 3520 (breit), 2960, 2850, 2800, 2760, 1750, 1710, 1610, 1590, 1480, 1450, 1280, 1240, 1110, 1020, 780, 750, 700 3500 (breit), 2960, 2850, 2800, 1740, 1710, 1610, 1590, 1480, 1440, 1260, 1100, 1080, 1010, 780, 700 3460 (breit), 2790, 2760, 1730, 1690, 1590, 1570, 1470, 1430, 1280, 1230, 1080, 1020, 780, 750 3230 (breit), 2950, 2770, 1740, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1240, 1020, 790, 760 3420 (breit), 2950, 2850, 2780, 1740, 1700, 1590, 1470, 1430, 1300, 1270, 1220, 1080, 1010, 780, 750 3400 (breit), 2950, 2830, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1280, 1240, 1060, 760 3670 (breit), 3020, 2950, 1740, 1720, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1240, 1170, 1110, 1010, 780, 750 3350 (breit), 2950, 2830, 2770, 1720, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1090, 1010, 790, 760 3370 (breit), 2950, 2820, 2780, 1740, 1720, 1590, 1570, 1470, 1430, 1230, 1110, 1020, 780, 750 Methode ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR 1 H-NMR-Daten der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 66-69 H2/4 3.82 (s; 1H) 3.88 (s; 1H) H6/8 2.36 (d; 12.4Hz; 2H) 2.67-2.73 (m; 2H) H9/OH 4.65 (d; 5.3Hz; 1H; H9) 2.45 (br; 1H; OH) COOCH3 3.59-3.63 (m; 6H) R1 1.80 (s; 3H; NCH3) R2 2.26-2.30 (m; 3H; NCH3) 66b Rotamere syn 4.38 (s; 1H) 4.43 (s; 1H) 2.16 (d; 12.4Hz; 2H) 2.88-2.96 (m; 2H) 4.16 (s; 1H; H9) 4.65 (d; 9.1Hz; 1H; OH) 3.58-3.61 (m; 6H) 1.84 (s; 3H; NCH3) 2.22-2.27 (m; 3H; NCH3) 67 syn:anti 50:50 4.10 (br; 2H; anti) 4.63 (s; 2H; syn) 1.88 (s; 3H; NCH3 anti) 2.09 (s; 3H; NCH3 syn) 1.96 (s; 3H; NCH3 syn) 2.19 (s; 3H; NCH3 anti) 4.12 (s; 2H) 3.68 (s; 6H) 1.90 (s; 3H; NCH3) 2.21 (s; 3H; NCH3) 67b syn (C6D6) 5.13 (s; 2H) 2.81 (br; 1H; OH anti) 4.10 (br; 1H; H9 syn) 4.78 (d; 4.3Hz; 1H; H9 anti) 5.01 (s; 1H; OH syn) 2.58 (br; 1H; OH) 4.81 (s; 1H; H9) 4.17 (s; 1H; H9) 5.26 (s; 1H; OH) 3.63 (s; 6H) 3.64 (s; 6H) 67a anti 2.01 (d; 12.5Hz; 2H; syn) 2.35 (d; 12.1Hz; 2H; anti) 2.49 (d; 12.1Hz; 2H; anti) 2.64 (d; 12.5Hz; 2H; syn) 2.36 (d; 11.9Hz; 2H) 2.52 (d; 11.9Hz; 2H) 2.03-2.05 (m; 2H) 2.75 (d; 12.6Hz; 2H) 3.44 (s; 6H) 2.03 (s; 3H; NCH3) 1.89 (s; 3H; NCH3) 177 Ar 6.69 (d; 9.3Hz; 1H; H2') 6.75 (d; 7.6Hz; 1H; H6') 6.91-6.99 (m; 2H; H4') 7.16-7.22 (m; 1H; H5') 7.35-7.42 (m; 1H; H5') 7.68-7.70 (m; 1H; H2') 7.75 (d; 7.6Hz; 1H; H6') 6.93-7.01 (m; 4H; H2', H4', H6') 7.16-7.22 (m; 1H; H5') 7.32-7.40 (m; 1H; H5') 7.80-7.89 (m; 2H; H2', H6') 7.12-7.17 (m; 4H; H5' syn, anti) 7.68 -7.73 (m; 4H; H4' syn, anti) 7.90 (d; 7.8Hz; 2H; H3' anti) 8.02 (d; 8.1Hz; 2H; H3' syn) 8.44-8.47 (m; 4H; H6' syn, anti) 7.18 (br; 2H; H5') 7.73 (t; 7.0Hz; 2H; H4') 7.92 (d; 7.0Hz; 2H; H3') 8.47 (br; 2H; H6') 6.68 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz, ca.1Hz; 2H; H5') 7.25 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; 2H; H4') 8.10 (d; 7.7Hz; 2H; H3') 8.42 (d; ca.4Hz; 2H; H6') Experimenteller Teil Verb. 66a Rotamere anti H2/4 4.07 (s; 2H; anti) 4.62 (s; 2H; syn) 69a anti 4.11 (s; 2H) 69b syn 4.68 (s; 2H) H6/8 2.25 (d; 12.7Hz; 2H; syn) 2.57 (d; 12.1Hz; 2H; anti) 2.66 (d; 12.1Hz; 2H; anti) 2.85 (d; 12.7Hz; 2H; syn) H9/OH 4.16 (s; 1H; H9 syn) 4.82 (d; 5.8Hz; 1H; H9 anti) 5.07 (s; 1H; OH syn) COOCH3 3.63-3.64 (m; 12H; syn, anti) R1 1.86 (s; 3H; NCH3 anti) 1.93 (s; 3H; NCH3 syn) 4.81 (s; 1H; H9) 3.67 (s; 6H) 1.90 (s; 3H; NCH3) 2.25-2.63 (m; 14H; H6, H8, N7(CH2)2N(CH3)2) 4.14 (s; 1H; 3.67 (s; H9) 6H) 5.07 (s; 1H; OH) 2.21-2.77 (m; 14H; H6, H8, N7(CH2)2N(CH3)2) 1.99 (s; 3H; NCH3) R2 3.46 (s; 2H; NCH2 syn) 3.56 (s; 2H; NCH2 anti) 7.25-7.28 (m; 2H; H5'' syn, anti) 7.37-7.41 (m; 2H; H3'' syn, anti) 7.69-7.75 (m; 2H; H4'' syn, anti) 8.60 (d; ca.4Hz; 1H; H6'' syn) 8.66 (d; ca.4Hz; 1H; H6'' anti) Ar 7.06-7.11 (m; 4H; H5' syn, anti) 7.44-7.50 (m; 4H; H4' syn, anti) 7.81 (d; 7.8Hz; 2H; H3' anti) 7.90 (d; 7.8Hz; 2H; H3' syn) 8.40-8.43 (m; 4H; H6' syn, anti) 7.18 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 2H; H5') 7.71 (td; 7.6Hz, 1.8Hz; 2H; H4') 7.99 (br; 2H; H3') 8.47 (d; 4.8Hz; 2H; H6') 7.15-7.18 (m; 2H; H5') 7.71 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; 2H; H4') 8.10 (br; 2H; H3') 8.49 (d; 4.8Hz; 2H; H6') Experimenteller Teil 178 Verb. 68 syn:anti 60:40 13 C-NMR-Daten der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 66-69 Bei den angegebenen Kopplungskonstanten handelt es sich um Jn(C,F)-Kopplungen. C1/5 53.98 C2/4 73.01 (d; 1.5Hz); 73.44 (d; 1.5Hz) C6/8 50.39 C9 72.96 COOCH3 52.10; 52.20 (OCH3) 172.99; 173.00 (C=O) R1 43.75 (NCH3) R2 45.77 (NCH3) 66b Rotamere syn 51.25 65.75 (d; 1.5Hz); 66.07 (d; 1.5Hz) 56.89; 56.97 73.75 52.28; 52.36 (OCH3) 173.59; 173.63; 173.70 (C=O) 43.48; 43.50 (NCH3) 45.34 (NCH3) 67 syn:anti 50:50 50.62; 52.97 (syn, anti) 68.13 (syn) 74.92 (anti) 50.74 (anti) 57.23 (syn) 72.28 (anti) 72.98 (syn) 43.74 (NCH3 syn, anti) 45.47 (NCH3 syn) 45.82 (NCH3 anti) 67a anti 53.03 74.99 50.81 72.44 52.15; 52.31 (OCH3 syn, anti) 172.62; 173.76 (C=O syn, anti) 52.25 (OCH3) 172.70 (C=O) 43.80 (NCH3) 45.88 (NCH3) Ar 114.44 (d; 20.5Hz); 114.47 (d; 20.5Hz); 115.15 (d; 22.7Hz); 115.20 (d; 22.0Hz); 115.38 (d; 21.2Hz); 115.47 (d; 22.7Hz) [C2', C4'] 123.88 (d; 2.2Hz); 124.36 (d; 2.2Hz); 124.38 (d; 2.9Hz) [C6'] 129.35 (d; 8.1Hz); 130.11 (d; 8.1Hz) [C5'] 142.69 (d; 6.6Hz); 143.02 (d; 7.3Hz); 143.11 (d; 8.1Hz) [C1'] 163.53 (d; 245.2Hz); 163.52 (d; 245.2Hz) [C3'] 114.09 (d; 21.2Hz); 114.69 (d; 22.0Hz); 114.77 (d; 22.0Hz); 116.04 (d; 22.7Hz); 116.07 (d; 22.7Hz); 116.90 (d; 21.2Hz) [C2', C4'] 125.01 (d; 2.9Hz); 125.48 (d; 2.2Hz) [C6'] 128.98 (d; 8.1Hz); 129.75 (d; 8.1Hz) [C5'] 144.12 (d; 7.3Hz); 144.36 (d; 7.3Hz); 144.53 (d; 8.1Hz) [C1'] 162.40 (d; 244.4Hz); 163.46 (d; 243.7Hz) [C3'] 122.27; 122.67 (C5' syn, anti) 123.15 (C3' anti); 123.60 (C3' syn) 136.09; 136.26 (C4' syn, anti) 148.44; 148.59 (C6' syn, anti) 160.32; 162.05 (C2' syn, anti) 122.76 (C5') 123.22 (C3') 136.33 (C4') 148.68 (C6') 160.35 (C2') 179 Experimenteller Teil Verb. 66a Rotamere anti C1/5 51.09 C2/4 68.43 C6/8 57.77 C9 73.60 COOCH3 51.81 (OCH3) 173.91 (C=O) R1 43.95 (NCH3) R2 45.37 (NCH3) 68 syn:anti 60:40 50.77 (syn) 53.04 (anti) 68.13 (syn) 75.06 (anti) 48.96 (anti) 55.44 (syn) 72.78 (anti) 73.32 (syn) 52.22 (OCH3 anti) 52.40 (OCH3 syn) 172.60 (C=O anti) 173.79 (C=O syn) 43.82 (NCH3 syn, anti) 69a anti 52.99 74.92 49.29 72.81 52.25 (OCH3) 172.62 (C=O) 43.79 (NCH3) 69b syn 50.73 68.03 55.75 73.33 52.45 (OCH3) 173.81 (C=O) 43.82 (NCH3) 65.02 (NCH2 syn) 65.31 (NCH2 anti) 124.80 (C3'' anti) 124.93 (C3'' syn) 149.48 (C6'' syn) 149.59 (C6'' anti) 122.19; 122.26; 122.40; 122.63 (C5', C5'' syn, anti) 135.95; 136.17; 136.22; 136.30 (C4', C4'' syn, anti) 157.36; 157.96; 159.92; 161.62 (C2', C2'' syn, anti) 122.81 (C5') 45.93 (NCH3) 123.52 (C3') 55.75; 56.65 136.27 (C4') (NCH2) 148.71 (C6') 160.10 (C2') 122.40 (C5') 45.94 (NCH3) 123.95 (C3') 56.53; 56.81 136.12 (C4') (NCH2) 148.57 (C6') 161.83 (C2') Ar 121.97 (C5') 123.67 (C3') 135.55 (C4') 148.71 (C6') 163.19 (C2') 123.34 (C3' anti) 123.76 (C3' syn) 148.41 (C6' syn) 148.54 (C6' anti) Experimenteller Teil 180 Verb. 67b syn (C6D6) Experimenteller Teil 6.9. Synthese der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5dicarbonsäuredimethylester 6.9.1. Acylierung der C9-Hydroxygruppe zu den 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylestern 70-76 R 2 1' Ar: N 6 8 7 OR O 6' N O 2' 6' 1' 5' 3' 5' 2' 4' 4' H3CO 9 5 3' F OCH3 1 3 Ar 4 N R Verb. 70a Rotamere anti 71 syn:anti 45:55 71a anti 72 syn:anti 60:40 73 syn:anti 60:40 74 anti 75 syn:anti 55:45 76 anti 2 Ar 1 Ar 3-F-Phenyl R -COCH3 R1 -CH3 R2 -CH3 2-Pyridyl -COCH3 -CH3 -CH3 2-Pyridyl -COCH3 -CH3 -CH3 2-Pyridyl -COCH3 -CH3 -(CH2)2N(CH3)2 2-Pyridyl -COCH3 -CH3 2-Picolyl 2-Pyridyl -CO(CH2)2CH3 -CH3 -CH3 2-Pyridyl -CO(CH2)2CH3 -CH3 2-Picolyl 2-Pyridyl -CO(CH2)8CH3 -CH3 -CH3 181 Experimenteller Teil Zur Acylierung der Verbindungen 70a und 71a werden die entsprechenden diastereomerenreinen 9-Hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure- dimethylester 66a und 67a eingesetzt. Die restlichen Verbindungen wurden unter Einsatz der Diastereomerengemische 67, 68 und 69 hergestellt. Methode 1: Es werden 2.0mmol des entsprechenden 9-Hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylesters 66-69 in 50ml absolutem CHCl3 vorgelegt. Man gibt 0.45ml (3.0mmol) 1,8-Diazabicyclo[5.4.0]undec-7-en (DBU) als Hilfsbase zur Reaktionslösung. 2.0mmol des entsprechenden Carbonsäurechlorids werden in 5ml absolutem CHCl3 gelöst und langsam zur Reaktionslösung getropft. Die Lösung wird bei Raumtemperatur gerührt. Die Reaktion wird mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc; RF=0.6-0.8) kontrolliert. Nach 17-51h ist die Reaktion beendet. Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert. Es wird nach folgenden Methoden aufgearbeitet: a) Der Rückstand wird in wenig CHCl3 aufgenommen und säulen- chromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: CHCl3) gereinigt. Das Elutionsmittel wird im Vakuum abdestilliert und man erhält das Produkt als amorphen Feststoff. b) Der Rückstand wird in wenig EtOAc aufgenommen und säulen- chromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc) gereinigt. Das Elutionsmittel wird im Vakuum abdestilliert und man erhält das Produkt als amorphen Feststoff. c) Der Rückstand wird in wenig EtOAc aufgenommen und säulen- chromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc) gereinigt. Man erhält zwei Hauptfraktionen. Die erste Hauptfraktion enthält zu 30% Produkt und 70% Edukt, wobei die zweite Hauptfraktion nur Edukt enthält. Das Lösungsmittel der ersten Hauptfraktion wird im Vakuum abdestilliert und der Rückstand erneut säulenchromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc) gereinigt. Durch enges Fraktionieren des Eluats kann die Produkt- 182 Experimenteller Teil fraktion gut abgetrennt werden. Nach Abdestillieren des Elutionsmittels erhält man das Produkt als amorphen Feststoff. d) Der Rückstand wird in wenig EtOAc aufgenommen und säulen- chromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc) gereinigt. Man erhält zwei Hauptfraktionen. Die erste Hauptfraktion enthält zu 80% Produkt und 20% Edukt, wobei die zweite Hauptfraktion nur Edukt enthält. Das Lösungsmittel der ersten Fraktion wird im Vakuum abdestilliert und der Rückstand erneut säulenchromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc) gereinigt. Durch enges Fraktionieren des Eluats kann die Produktfraktion gut abgetrennt werden. Nach Abdestillieren des Elutionsmittels wird der Rückstand in n-Pentan aufgenommen. Über Nacht fällt bei +4°C ausnahmslos das syn-Isomer des Produktes aus. Methode 2: modifiziert nach126,127 1g Zinkstaub (60mesh, 15mmol) werden in 20ml wässr. 3M HCl 5min bei Raumtemperatur gerührt. Man filtriert das Zink ab, wäscht nacheinander mit H2O bis zur pH-Neutralität, mit 20ml EtOH, 20ml Aceton und 20ml Et2O. Der so erhaltene Zinkstaub wird im Vakuum bei 10mbar und 90°C getrocknet. Zu einer Lösung aus 0.23ml (1.1mmol) Decanoylchlorid in 20ml absolutem Toluol werden 70mg (1.1mmol) aktivierter Zinkstaub gegeben. Die erhaltene Suspension wird 10min bei Raumtemperatur gerührt. 0.5g (1.1mmol) des Diastereomerengemischs 67 werden in 20ml absolutem Toluol/THF gelöst und langsam zum Reaktionsansatz getropft. Die Reaktionslösung wird bei Raumtemperatur gerührt. Die Reaktion wird mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc; RF=0.6) kontrolliert. Die Reaktion ist nach 92h Rührzeit beendet. Das entstandene Zinkchlorid wird abfiltriert und mit Et2O und Aceton gewaschen. Die organischen Phasen werden vereinigt und im Vakuum abdestilliert. Der Rückstand wird säulenchromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc) gereinigt. Nach Abdestillieren des Fließmittels im Vakuum wird ein gelbes, zähes Öl erhalten, welches erneut säulenchromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc) gereinigt wird. Das Fließmittel wird im Vakuum abdestilliert und es 183 Experimenteller Teil wird ein farbloser, glasartiger Rückstand erhalten. Umkristallisation aus MeOH/Wasser liefert das Produkt 76 als farblose Stäbchen und ausnahmslos als syn-Isomer. Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.9.2-0. 6.9.2. Analytische Daten der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]- nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 70-76 Verb. Summenformel 70a 71 71a 72 73 74 75 76 C27H30F2N2O6 C25H30N4O6 C25H30N4O6 C28H37N5O6 C30H33N5O6 C27H34N4O6 C32H37N5O6 C33H46N4O6 IR-Daten der Molmasse (g/mol) 516.6 482.5 482.5 539.6 559.6 510.6 587.7 594.8 Ausbeute (% d. Th.) [Methode] 88 [1a] 92 [1b] 71 [1b] 54 [1b] 90 [1b] 13 [1d] 11 [1c] 15 [2] Smt (°C) 183 110 201 95 97 186 (Zers.) 84 114 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbon- säuredimethylester 70-76 Verb. 70a 71 71a 72 73 74 75 76 184 Wellenzahl (cm-1) 2960, 2850, 2810, 1750, 1730, 1610, 1590, 1480, 1440, 1370, 1270, 1220, 1030, 920, 780, 700 2850, 2800, 2770, 1760, 1740, 1590, 1570, 1470, 1430, 1370, 1270, 1240, 1210, 1180, 1030, 780, 750 2850, 2800, 2760, 1760, 1740, 1590, 1570, 1470, 1430, 1290, 1210, 1170, 1030, 1000, 780, 750 3040, 2950, 2820, 2760, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1240, 1220, 1030, 780, 760 3050, 2950, 2790, 1740, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1230, 1050, 970, 790, 750 3030, 2950, 2850, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1160, 1100, 1000, 780, 750 3050, 2950, 2830, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1240, 1160, 1000, 750 2920, 2850, 2800, 1750, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1250, 1150, 1030, 990, 790, 760 Methode ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR ATR 1 H-NMR-Daten der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ol-1,5-dicarbonsäuredimethylester 70-76 H2/4 4.07 (s; 1H) 4.12 (s; 1H) H6/8 2.73 (d; 12.4Hz; 2H) 2.70-2.76 (m; 2H) H9/OR 1.97 (s; 3H; CH3) 5.92-5.93 (m; 1H; H9) COOCH3 3.60-3.63 (m; 6H) R1 1.80-1.81 (m; 3H; NCH3) R2 2.28-2.32 (m; 3H; NCH3) 71 syn:anti 45:55 4.37 (s; 2H; anti) 4.61 (s; 2H; syn) 1.93 (s; 3H; NCH3 anti) 2.00 (s; 3H; NCH3 syn) 2.14 (s; 3H; NCH3 syn) 2.19 (s; 3H; NCH3 anti) 4.68 (s; 2H) 1.95 (s; 3H; CH3 anti) 2.24 (s; 3H; CH3 syn) 5.45 (s; 1H; H9 syn) 6.11 (s; 1H; H9 anti) 1.67 (s; 3H; CH3) 6.61 (s; 1H; H9) 3.59 (s; 6H; syn) 3.68 (s; 6H; anti) 71a anti (C6D6) 2.10-2.16 (m; 2H; syn) 2.29 (d; 12.5Hz; 2H; anti) 2.45 (d; 12.5Hz; 2H; anti) 2.70 (d; 12.9Hz; 2H; syn) 2.64 (d; 12.3Hz; 2H) 2.70 (d; 12.3Hz; 2H) 3.65 (s; 6H) 1.82 (s; 3H; NCH3) 2.03 (s; 3H; NCH3) 72 syn:anti 60:40 4.38 (s; 2H; anti) 4.63 (s; 2H; syn) 2.20 (d; 12.5Hz; 2H; syn) 2.35-2.42 (m; 2H; anti) 2.54 (d; 12.4Hz; 2H; anti) 2.80 (d; 12.5Hz; 2H; syn) 1.96 (s; 3H; CH3 anti) 2.25-2.28 (m; 3H; CH3 syn) 5.46 (s; 1H; H9 syn) 6.13 (s; 1H; H9 anti) 3.61 (s; 6H syn) 3.69 (s; 6H; anti) 1.94 (s; 3H; NCH3 anti) 2.01 (s; 3H; NCH3 syn) 2.25-2.28 (m; 12H; NCH3 syn, anti) 2.35-2.42 (m; 8H; NCH2 syn, anti) Ar 6.71 (d; 9.3Hz; 1H; H2') 6.78 (d; 7.9Hz; 1H; H6') 6.96-7.00 (m; 2H; H4') 7.19 (td; 7.9Hz, 6.1Hz; 1H; H5') 7.39 (td; 7.9Hz, 6.3Hz; 1H; H5') 7.69-7.73 (m; 1H; H2') 7.77 (d; 7.9Hz; 1H; H6') 7.12-7.22 (m; 4H; H5' syn, anti) 7.73 (t; ca.8Hz; 4H; H4' syn, anti) 7.96 (d; 7.8Hz; 2H; H3' anti) 8.05 (d; 8.1Hz; 2H; H3' syn) 8.42-8.52 (m; 4H; H6' syn, anti) 6.66 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz, 1.0Hz; 2H; H5') 7.23 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; 2H; H4') 7.99 (d; 7.7Hz; 2H; H3') 8.39 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 2H; H6') 7.15-7.22 (m; 4H; H5' syn, anti) 7.70-7.74 (m; 4H; H4' syn, anti) 8.06 (d; 7.8Hz; 2H; H3' anti) 8.14 (d; 7.8Hz; 2H; H3' syn) 8.46-8.50 (m; 4H; H6' syn, anti) 185 Experimenteller Teil Verb. 70a Rotamere anti H2/4 4.31 (s; 2H; anti) 4.57 (s; 2H; syn) H6/8 2.34 (d; 12.8Hz; 2H; syn) 2.49 (d; 12.5Hz; 2H; anti) 2.61 (d; 12.5Hz; 2H; anti) 2.89 (d; 12.8Hz; 2H; syn) H9/OR 1.96 (s; 3H; CH3 anti) 2.23 (s; 3H; CH3 syn) 5.48 (s; 1H; H9 syn) 6.13 (s; 1H; H9 anti) COOCH3 3.57 (s; 6H syn) 3.66 (s; 6H; anti) R1 1.87 (s; 3H; NCH3 anti) 1.93 (s; 3H; NCH3 syn) 74 anti 4.38 (s; 2H) 2.32 (d; 12.4Hz; 2H) 2.48 (d; 12.4Hz; 2H) 3.68 (s; 6H) 1.94 (s; 3H; NCH3) 75 syn:anti 55:45 4.33 (s; 2H; anti) 4.59 (s; 2H; syn) 2.36 (d; 12.8Hz; 2H; syn) 2.49-2.53 (m; 2H; anti) 2.62 (d; 12.4Hz; 2H; anti) 2.88 (d; 12.8Hz; 2H; syn) 0.90 (t; 7.5Hz; 3H; H1'') 1.57 (sextett; 7.5Hz; 2H; H2'') 2.14-2.20 (m; 2H; H3'') 6.14 (s; 1H; H9) 0.88 (t; 7.5Hz; 3H; H1'' anti) 1.02 (t; 7.5Hz; 3H; H1'' syn) 1.55 (sextett; 7.5Hz; 2H; H2'' anti) 1.80 (sextett; 7.5Hz; 2H; H2'' syn) 2.20 (t; 7.5Hz; 2H; H3'' anti) 2.49-2.53 (m; 2H; H3'' syn) 5.50 (s; 1H; H9 syn) 6.15 (s; 1H; H9 anti) 3.58 (s; 6H; syn) 3.66 (s; 6H; anti) 1.89 (s; 3H; NCH3 anti) 1.96 (s; 3H; NCH3 syn) R2 3.47 (s; 2H; NCH2 syn) 3.52 (s; 2H; NCH2 anti) 7.25-7.28 (m; 2H; H5'' syn, anti) 7.31 (d; 7.7Hz; 1H; H3'' syn) 7.37 (d; 7.7Hz; 1H; H3'' anti) 7.70 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; 2H; H4'' syn, anti) 8.63 (d; 4.8Hz; 1H; H6'' syn) 8.66 (d; 4.8Hz; 1H; H6'' anti) 2.14-2.20 (m; 3H, NCH3) 3.48 (s; 2H; NCH2 syn) 3.53 (s; 2H; NCH2 anti) 7.25-7.28 (m; 2H; H5''' syn, anti) 7.31 (d; 7.8Hz; 1H; H3''' syn) 7.39 (d; 7.6Hz; 1H; H3''' anti) 7.68-7.73 (m; 2H; H4''' syn, anti) 8.64 (d; 4.3Hz; 1H; H6''' syn) 8.67 (d; 4.0Hz; 1H; H6''' anti) Ar 7.07 (dd; ca,7Hz, ca.5Hz; 4H; H5' syn, anti) 7.43-7.47 (m; 4H; H4' syn, anti) 7.84 (d; 7.8Hz; 2H; H3' anti) 7.92 (d; 7.8Hz; 2H; H3' syn) 8.38-8.40 (m; 4H; H6' syn, anti) 7.16-7.18 (m; 2H; H5') 7.75 (t; 7.7Hz; 2H; H4') 7.99 (d; 7.7Hz; 2H; H3') 8.48 (d; 4.5Hz; 2H; H6') 7.06-7.09 (m; 4H; H5' syn, anti) 7.43-7.48 (m; 4H; H4' syn, anti) 7.85 (d; 7.8Hz; 2H; H3' anti) 7.94 (d; 7.8Hz; 2H; H3' syn) 8.39-8.42 (m; 4H; H6' syn, anti) Experimenteller Teil 186 Verb. 73 syn:anti 60:40 Verb. 76 anti 13 H2/4 4.38 (s; 2H) H6/8 2.29 (d; 12.3Hz; 2H) 2.46 (d; 12.3Hz; 2H) H9/OR 0.86 (t; 6.9Hz; 3H; H1'') 1.23 (m; 12H; H2''H7'') 1.50 (quintett; 6.7Hz; 2H; H8'') 2.18-2.22 (m; 2H; H9'') 6.13 (s; 1H; H9) COOCH3 3.68 (s; 6H) R1 1.94 (s; 3H; NCH3) R2 2.18-2.22 (m; 3H; NCH3) Ar 7.17 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz, 1.1Hz; 2H; H5') 7.73 (td; 7.8Hz, 1.7Hz; 2H; H4') 7.97 (d; 7.8Hz; 2H; H3') 8.46 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 2H; H6') C-NMR-Daten der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ol-1,5-dicarbonsäuredimethylester 70-76 Bei den angegebenen Kopplungskonstanten handelt es sich um Jn(C,F)-Kopplungen. Verb. 70a Rotamere anti C1/5 52.36; 52.41 C2/4 72.12 (d; 1.5Hz); 72.18 (d; 1.5Hz); 72.56 C6/8 51.23; 51.26 C9/OR 20.80 (CH3) 73.26; 73.28 (C9) 168.45 (C=O) COOCH3 52.10; 52.17 (OCH3) 171.25 (C=O) R1 43.74 (NCH3) R2 45.77 (NCH3) 187 Experimenteller Teil Ar 114.61 (d; 20.5Hz); 114.64 (d; 20.5Hz); 115.31 (d; 22.0Hz); 115.38 (d; 22.0Hz); 115.51; 115.63 (d; 20.5Hz); 115.67 (d; 22.0Hz) [C2', C4'] 124.07 (d; 2.2Hz); 124.58 (d; 2.9Hz) [C6'] 129.55 (d; 8.1Hz); 130.04 (d; 8.1Hz); 130.15 (d; 8.1Hz) [C5'] 142.32 (d; 6.6Hz); 142.41 (d; 5.9Hz); 142.65 (d; 7.3Hz); 142.76 (d; 7.3Hz) [C1'] 162.54 (d; 245.2Hz); 163.50 (d; 245.2Hz) [C3'] C1/5 49.81; 51.65 (syn, anti) C2/4 68.82 (syn) 74.07 (anti) C6/8 51.63 (anti) 57.71 (syn) C9/OR 20.87 (CH3 anti) 21.20 (CH3 syn) 71.10 (C9 syn) 72.79 (C9 anti) 168.09; 170.33 (C=O syn, anti) 71a anti 52.09 74.21 52.49 20.31 (CH3) 73.15 (C9) 167.51 (C=O) 72 syn:anti 60:40 49.85 (syn) 51.61 (anti) 68.73 (syn) 74.03 (anti) 50.18 (anti) 56.25 (syn) 73 syn: anti 60:40 49.86 (syn) 51.65 (anti) 68.77 (syn) 74.13 (anti) 49.92 (anti) 55.85 (syn) 20.89 (CH3 anti) 21.21 (CH3 syn) 71.36 (C9 syn) 73.30 (C9 anti) 168.08 (C=O anti) 170.31 (C=O syn) 20.86 (CH3 anti) 21.19 (CH3 syn) 71.32 (C9 syn) 73.26 (C9 anti) COOCH3 52.18 (OCH3 anti) 52.38 (OCH3 syn) 170.98; 171.25 (C=O syn, anti) 51.75 (OCH3) 171.11 (C=O) R1 43.87; 43.89 (NCH3 syn, anti) R2 45.44 (NCH3 syn) 45.92 (NCH3 anti) Ar 122.53; 122.77 (C5' syn, anti) 123.21; 123.49 (C3' syn, anti) 136.30 (C4' syn, anti) 148.65; 148.85 (C6' syn, anti) 160.27; 161.49 (C2' syn, anti) 43.79 (NCH3) 45.91 (NCH3) 52.20 (OCH3 anti) 52.42 (OCH3 syn) 171.04 (C=O syn) 171.26 (C=O anti) 52.16 (OCH3 anti) 52.36 (OCH3 syn) 43.93 (NCH3 syn, anti) 45.93 (NCH3 syn, anti) 56.80; 56.91 (NCH2 syn, anti) 122.44 (C5') 123.06 (C3') 135.77 (C4') 149.06 (C6') 161.21 (C2') 122.56; 122.84 (C5' syn, anti) 123.55; 123.84 (C3' syn, anti) 136.26 (C4' syn, anti) 148.68 (C6' syn) 148.87 (C6' anti) 160.02 (C2' anti) 161.22 (C2' syn) 43.82 (NCH3 syn, anti) 64.90 (NCH2 syn) 65.54 (NCH2 anti) 122.59 (C5'' anti) 122.64 (C5'' syn) 124.93 (C3'' syn, anti) 136.29 (C4'' syn, anti) 149.64 (C6'' syn, anti) 157.06 (C2'' syn) 157.72 (C2'' anti) 168.03; 170.29; 170.86; 171.13; 172.56 (C=O syn, anti) 122.37 (C5' syn) 122.44 (C5' anti) 123.41 (C3' anti) 123.63 (C3' syn) 136.12 (C4' syn, anti) 148.49 (C6' syn) 148.67 (C6' anti) 159.70 (C2' anti) 160.96 (C2' syn) Experimenteller Teil 188 Verb. 71 syn:anti 45:55 Verb. 74 anti C1/5 51.69 C2/4 74.09 C6/8 51.75 75 syn:anti 55:45 49.98 (syn) 51.71 (anti) 68.79 (syn) 74.16 (anti) 50.04 (anti) 55.96 (syn) 76 anti 51.69 74.10 51.75 C9/OR COOCH3 13.66 (C1'') 52.15 18.74 (C2'') (OCH3) 36.31 (C3'') 72.42 (C9) 170.66; 171.22 (C=O) 13.67 (C1'' anti) 52.15; 14.09 (C1'' syn) 52.38 18.37 (C2'' syn) (OCH3 syn, anti) 18.74 (C2'' anti) 170.93 36.35 (C3'' anti) (C=O syn) 36.63 (C3'' syn) 171.11 71.14 (C9 syn) (C=O anti) 72.91 (C9 anti) 170.60; 172.69 (C=O syn, anti) 14.21 (C1'') 52.15 22.78; 25.28; (OCH3) 29.14; 29.37; 29.51; 31.96 (C2''-C8'') 34.43 (C9'') 72.41 (C9) 170.85; 171.21 (C=O) R1 43.91 (NCH3) R2 45.96 (NCH3) 43.87 (NCH3 anti) 43.92 (NCH3 syn) 64.97 (NCH2 syn) 65.62 (NCH2 anti) 124.96 (C3''' syn, anti) 136.28 (C4''' syn, anti) 149.69 (C6''' syn, anti) 122.29; 122.35; 122.44; 122.65 (C5', C5''' syn, anti) 157.13; 157.81; 159.78; 161.14 (C2', C2''' syn, anti) 45.96 (NCH3) 122.77 (C5') 123.23 (C3') 139.29 (C4') 148.87 (C6') 160.33 (C2') 43.91 (NCH3) Ar 122.77 (C5') 123.22 (C3') 136.29 (C4') 148.87 (C6') 160.32 (C2') 123.42 (C3' anti) 123.69 (C3' syn) 136.11 (C4' syn, anti) 148.55 (C6' syn) 148.72 (C6' anti) Experimenteller Teil 189 Experimenteller Teil 6.10. Durchführung der pharmakologischen Testung Alle pharmakologischen Experimente wurden von der Firma Grünenthal GmbH in Aachen unter der Leitung von Herrn Dr. Frormann durchgeführt. 6.10.1. Bestimmung der Rezeptoraffinität nach67 Die Rezeptoraffinitätsexperimente an humanen µ-, κ-, δ2-OR-Subtypen wurden mit Hilfe von Mikrotiterplattenessays durchgeführt. Zellmembrankulturen von CHO-K1- oder HEK293-Zellen (NEN/Receptor Biology Zaventem, Belgien), die entsprechend mit humanen, rekombinanten µ- oder κ-Rezeptoren transfiziert sind, wurden verwendet. Die µ- und κ-Bindungsessays wurden als homogene SPA's (Scintillation Proximity Assay) mit 1 oder 2mg Weizenkeim-Agglutininbeschichteten SPA-beads pro Mikrotitermulde (Amersham Pharmacia, Freiburg) durchgeführt. Als Radioligand wurde 1nM [3H]-Naloxon oder [3H]-CI977 (Enadolin) entsprechend für den µ- oder κ-Bindungsessay verwendet. Unspezifische Bindung wurde in der Anwesenheit von 25µM oder 100µM Naloxon als Kontrolle entsprechend bestimmt. Die Inkubation beider Essays erfolgte über 90min bei Raumtemperatur in 96-Well-Microtiterplatten (#3632, Corning Inc., Corning, NY, USA). Als Inkubationspuffer wurde 50mM TRIS-HCl, 0.05% NaN3 in H2O (pH7.4) verwendet, dem im Fall des κ-Bindungsessays 0.02% Rinderserum Albumin zugesetzt wurde. Der δ2-Bindungsessay wurde als Filter-Harvest-Essay mit Zellmembrankulturen von CHO-K1-Zellen, welche mit humanen, rekombinanten δ2-Rezeptoren transfiziert sind, durchgeführt (NEN/Receptor Biology Zaventem, Belgien). Als Radioligand kam 1nM [3H]-D-Ala-Deltorphin II (NEN, Zaventem, Belgien) zum Einsatz und unspezifische Bindung wurde mit 10µM Naloxon als Kontrolle bestimmt. Die Inkubation wurde über 120min bei Raumtemperatur mit 50mM TRIS-HCl, 5mM MgCl2 in H2O (pH7.4) als Puffer durchgeführt. Anschliessend wurde mit Hilfe eines 96-Well Brandel-Cell-Harvester (Hassel, München) auf Unifilter-96 GF/B-Glasfaserplatten filtriert, die mit 50mM TRIS-HCl, 5mM MgCl2, 0.5% Polyethylenimin in H2O (pH7.4) äquilibriert waren. Die Filterplatten wurden 190 Experimenteller Teil 1h bei 55°C getrocknet und mit 35µl Ultima Gold MV (Packard, Dreieich) pro Well versetzt und versiegelt. Alle Essays wurden mit mindestens 90min Verzögerung mit einem 1450-Microbeta Szintillationszähler (Wallac, Freiburg) analysiert. Alle Essays wurden in doppelter Ausführung durchgeführt und zweimal wiederholt. Die IC50-Werte wurden gemäß dem Massenwirkungsgesetz mit Standard-Analysensoftware (Fig.P, Biosoft, Cambridge, UK) bestimmt und mit Hilfe der Cheng-PrusoffGleichung in die entsprechenden Ki-Werte transformiert. 6.10.2. Bestimmung der In-vivo-Aktivität nach65 Folgende Testmethoden wurden an männlichen NMRI-Mäusen durchgeführt, die unter Standard-Laborbedingungen gehalten wurden (Gruppenhaltung, 22°C, 12h Hell-Dunkel-Zyklus) und freien Zugang zu Standard-Laborfutter und Leitungswasser hatten. Nahrung und Wasser wurden für die Dauer der Tests entzogen. Tail-Flick-Test: Der Tail-Flick-Test wurde nach einer modifizierten Methode von D'Amour und Smith128 durchgeführt. Ein Tail-Flick-Schmerzmessgerät (Labtec, Dr. Hess, München) wurde zur Bestimmung der Latenzzeit verwendet, die vergeht, nachdem der Schwanzansatz des Versuchstieres mit einer Hitzequelle (12V, 55W) bestrahlt wurde. Die Hitzequelle wurde derart eingestellt, dass die Latenzzeit 3-5s beträgt. Phenylchinon-Writhing-Test: Analog der Methode von Hendershot und Forsaith129 wurden dem Versuchstier 0.35ml einer 0.02% Lösung von Phenylchinon intra peritoneal appliziert. Die charakteristischen Krümm- und Streckbewegungen wurden 5-20min nach der Phenylchinon Applikation gezählt. 191 192 Anhang 7. Anhang 7.1. Übersicht der synthetisierten Verbindungen mit Nummerierung 7.1.1. Aceton-1,3-dicarbonsäureester 1-3 RO O O O 2 1 OR 3 Verb. 1 Keton R 5' 6' 1' 2 Keton:Enol 75:25 2' 4' 3' 2' 7' 3 Keton:Enol 75:25 1' 3' 3' 8' 1' 2' 4-Piperidon-3,5-dicarbonsäureester 4-20 7.1.2. OH O O 1'/ 1* Ar: RO 5 4 2'/ 2* OR 3 3'/ 3* 1 Ar 6 N R 2 Ar 6'/ 6* N 6'/ 6* 1' /1* 5'/ 5* 2'/ 2* 5'/ 5* 4'/ 4* 3'/ 3* 4'/ 4* F 1 Verb. 4 Ar 2-Pyridyl R CH3 5 2-Pyridyl CH3 R 1 3'' 8'' 1'' 2'' 3'' 10'' 1'' 2'' 193 Anhang Verb. 6 Ar 2-Pyridyl R CH3 7 2-Pyridyl CH3 R1 3'' 12'' 2'' 3'' 14'' 8 2-Pyridyl 2'' CH3 2-Pyridyl CH3 2-Pyridyl 1'' 2'' 5'' 6'' 1'' 10 1'' 3'' 18'' 9 1'' 2'' 4'' 3'' CH3 2'' 3'' 1'' 6'' 11 2-Pyridyl CH3 12 2-Pyridyl 1'' OH 2'' CH3 2-Pyridyl CH3 2-Pyridyl 3-F-Phenyl 4'' 3'' CH3 2-Pyridyl 17 2-Pyridyl 18 2-Pyridyl 5'' C2H5 19 2-Pyridyl 3'' 3-F-Phenyl 6'' 4'' 3'' 12'' 1'' 1'' 2'' CH3 2'' 5'' 6'' 1'' 20 5'' 3'' 1'' 3'' 8'' 2'' 1'' CH3 2'' 7'' N 1'' 6'' 1'' 16 OH OH O 2'' 15 2'' 3'' CH3 1'' 2'' 4'' 14 O 3'' 8'' 13 4'' O 3'' 4'' 5'' 2'' 5'' 6'' 1'' 2'' 4'' CH3 3'' 4'' CH3 3'' 194 Anhang 7.1.3. 9-Oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäureester 21-55 R N 6 8 7 O O RO 2 O 9 5 1'/ 1* Ar: 2'/ 2* OR 1 3'/ 3* 4 N R 6'/ 6* 1' /1* 5'/ 5* 2'/ 2* 2 5'/ 5* 4'/ 4* 3'/ 3* 4'/ 4* 3 Ar 6'/ 6* N F Ar 1 Verb. Ar 3-F-Phenyl 21 cis Rotamere R1 CH3 R CH3 R2 5'' 1'' 22 trans 3-F-Phenyl CH3 5'' 6'' 1'' 3-F-Phenyl 23 cis Rotamere 24 trans 3-F-Phenyl CH3 5'' 6'' 1'' CH3 3-F-Phenyl 27 cis Rotamere 5'' 6'' 1'' 2'' 2'' 5'' 6'' 1'' 3-F-Phenyl 25 cis Rotamere 2'' 2'' CH3 3'' 5''' 4'' 3'' 1''' 2-Pyridyl 4''' 6''' 3'' 1''' 3''' 2''' CH3 4'' CH3 3'' CH3 CH3 O 5'' 5''' 4'' CH3 CH3 CH3 3''' 2''' 5''' 4'' 6'' 1'' 5'' 6'' 1'' 2'' 4'' 6''' 1''' 5'' 6'' 1'' 29 trans 4''' 6''' 2'' 2-Pyridyl 3'' 2'' 4'' 3'' 28 cis 4'' 6'' 2'' 1'''' 4''' N 2'''' 3''' 2''' 4'' 3'' CH3 3'' 195 Anhang Verb. 30 trans Ar 2-Pyridyl R1 R CH3 5'' 6'' 1'' 31 cis 2-Pyridyl 5'' 6'' 1'' 32 cis 2-Pyridyl 2'' 2'' R2 5'' 6'' 4'' 1'' 3'' 2'' 4'' 3'' CH3 4'' CH3 3'' CH3 CH3 1'' N 2'' 33 cis 2-Pyridyl CH3 CH3 4'' 3'' 2'' 34 trans 2-Pyridyl CH3 4''' 3'' 1'' 8'' 35 trans 2-Pyridyl 2'' CH3 2-Pyridyl 4''' 1'' 2'' CH3 2-Pyridyl 2-Pyridyl 2'' CH3 2-Pyridyl 2-Pyridyl 2''' N 1''' 5'' 6'' CH3 1'' 2'' 2'' CH3 2''' N 1''' 4''' 2''' 3'' N 1''' 4''' 10'' 9'' 3'' 3''' 3''' 4'' 4'' 2'' 1'' 2-Pyridyl 3''' 4''' 3'' 3''' 7'' 8'' 2''' N 1''' 4''' 4'' 3''' 2'' 3'' O 6'' 5''' 6''' 5''' 6''' 5''' 6''' 5''' 6''' 5''' 6''' 5''' 6''' 5''' 5'' 6'' 41 trans 1'' 2'' 1'' 40 trans N 1''' 4''' CH3 CH3 3''' 2''' 3'' 18'' 39 trans 2''' N 1''' 1'' 14'' 38 trans 3''' 4''' 3'' 12'' 37 trans 3''' 2''' N 1''' 3'' 10'' 36 trans N 1'' 5'' 6''' 5''' OH 1'' 2''' N 1''' 6''' 196 Anhang Verb. 42 cis Ar 2-Pyridyl R CH3 R1 4'' 2-Pyridyl CH3 2-Pyridyl CH3 2-Pyridyl CH3 2-Pyridyl CH3 2-Pyridyl CH3 N 1'' 2''' 3''' 10''' 6'' N 1'' 3''' 14''' 6'' 4'' 5'' N 1'' 3''' 18''' 6'' 5''' 5'' N 1'' 4'' 3'' 6''' 6'' 1''' 2''' N 1'' 2-Pyridyl 50 cis 2-Pyridyl C2H5 1'' 1''' 2'' 3'' 12'' 10''' 5''' 6''' 3'' CH3 3''' 9''' 3''' 6'' CH3 4''' 4''' 2''' 5'' 1''' 2''' 4'' 3'' 12'' 49 trans 1''' 2''' 1''' 2-Pyridyl 1''' 2''' 5'' 3'' 2'' 48 trans 1''' 4'' 2'' 47 trans 8''' 6'' 5'' 3'' 2'' 46 trans 3''' 4'' 2'' 45 trans N 1'' 3'' 2'' 44 trans 5'' 3'' 2'' 43 trans R2 7''' 8''' N 2''' CH3 1'' 2'' CH3 3'' 2'' 1'' 4'' N O 197 Anhang Verb. 51 cis Ar 2-Pyridyl 1 R R CH3 R C2H5 4'' 3'' N 1'' 2'' 52 trans 53 cis 2-Pyridyl 2'' 7'' 3'' 8'' 54 cis 2-Pyridyl 5'' 1'''' 6'' 2'''' 4''' 3''' 2''' N 1''' CH3 5''' 6''' 3''' 2''' 4''' N 1''' 2-Pyridyl 5'' N 2''' CH3 1'' 4'' 6'' O 3'' 2'' 5'' CH3 4'' 6'' 1'' 7.1.4. 1''' 2'' 1'' 55 cis 12''' 1'' 3'' 2-Pyridyl 3''' 2 4''' 3''' 2''' N 1''' 3'' 2'' 5''' 6''' 1,5-Di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ole 56-65 R 2 N 6 8 7 1'/ 1* Ar: OH 2'/ 2* HO 9 5 OH 1 3'/ 3* 4'/ 4* 3 Ar 4 N R Verb. Ar 3-F-Phenyl 56 cis syn Rotamere 3-F-Phenyl 57 cis syn Rotamere 3-F-Phenyl 58 cis/trans syn Rotamere 6'/ 6* 1' /1* 5'/ 5* 2'/ 2* 5'/ 5* 4'/ 4* 3'/ 3* F Ar 2 6'/ 6* N 1 1 2 R CH3 R CH3 CH3 5'' 6'' 1'' 5'' 6'' 1'' 2'' 4'' 2'' 4'' 3'' CH3 3'' 198 Anhang R1 Verb. Ar 3-F-Phenyl 59 cis Rotamere R2 5'' 6'' 1'' 2'' 60 cis syn 2-Pyridyl CH3 61 cis syn 2-Pyridyl CH3 4'' 5''' 3'' 1''' 2-Pyridyl CH3 5'' 3'' 2'' 4'' 3'' 2'' 7.1.5. 4'' 6'' CH3 3-F-Phenyl 63 cis syn Rotamere 3-F-Phenyl 64 trans syn 3-F-Phenyl 65 cis 3''' 2''' 1'' 62 cis 4''' 6''' N 1'' CH3 H H CH3 H H 5'' 6'' 9-Hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 66-69 R 2 1' Ar: N 6 8 7 OH O 2' 3' O 4' H3CO 9 5 6' 1' 5' 5' 2' 4' 3' F OCH3 1 6' N 3 Ar 4 N R Verb. Ar 3-F-Phenyl 66 Rotamere syn:anti 40:60 2 Ar 1 R1 CH3 R2 CH3 199 Anhang 1 Verb. Ar 3-F-Phenyl 66a Rotamere anti 3-F-Phenyl 66b Rotamere syn 2-Pyridyl 67 syn:anti 50:50 2-Pyridyl 67a anti 2 R CH3 R CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 67b syn 2-Pyridyl CH3 68 syn:anti 60:40 2-Pyridyl CH3 69 syn:anti 60:40 2-Pyridyl 69a anti 2-Pyridyl 4'' 3'' 2'' N 1'' 5'' 6'' CH3 1'' N 2'' CH3 1'' N 2'' 69b syn 2-Pyridyl CH3 1'' N 2'' 7.1.6. 9-O-Acyl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 70-76 R 2 1' Ar: N 6 8 7 OR O 2' 3' O 4' H3CO 9 5 OCH3 1 6' N 6' 1' 5' 2' 5' 4' 3' F 3 Ar 4 N R 2 Ar 1 200 Anhang Verb. Ar 3-F-Phenyl 70a Rotamere anti 2-Pyridyl 71 syn:anti 45:55 2-Pyridyl 71a anti 72 syn:anti 60:40 2-Pyridyl 73 syn:anti 60:40 2-Pyridyl 74 anti 2-Pyridyl 1 2 R COCH3 R CH3 R CH3 COCH3 CH3 CH3 COCH3 CH3 CH3 COCH3 CH3 1'' N 2'' COCH3 CH3 4'' 3'' 2'' CH3 O 2-Pyridyl 76 anti 2-Pyridyl 6'' CH3 2'' 1'' 3'' 75 syn:anti 55:45 N 1'' 5'' CH3 O 4'' 3'' 5'' 2'' 1'' 3'' 2'' CH3 O N 1'' 6'' CH3 2'' 9'' 1'' 201 Literaturverzeichnis 8. 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Staatsexamen 11/1994-05/1999 Studium der Pharmazie an der Bayerischen Julius-Maximilians Universität in Würzburg Schulausbildung 1984-1993 Theodor-Heuss-Gymnasium in Aalen Abschluss: Allgemeine Hochschulreife 1980-1984 Grauleshof-Grundschule in Aalen Zivildienst 1993-1994 Zivildienst beim Maltheser Hilfsdienst in Aalen im Bereich MSHD (Mobiler Sozialer Hilfsdienst)