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Synthese, Stereochemie und pharmakologische
Charakerisierung von
3,7-Diazabicyclo[3.3.1]nonan Derivaten
als selektive κ-Agonisten
Dissertation zur Erlangung des
naturwissenschaftlichen Doktorgrades
der Bayerischen Julius-Maximilians-Universität Würzburg
vorgelegt von
Holger Projahn
aus Aalen
Würzburg 2005
O
O
O
OR'
R'O
O
+ 2R'OH / - 2MeOH
a
H3CO
180°C
0°C; MeOH
50°C; THF/Aceton
NaBH4/MeOH; THF
H2; Pd/C; MeOH
H2; Pd/C; EtOAc
Na(CN)BH3; HCl; MEOH
DBU; CHCl3 (abs.)
OR
N
Ar
R
N
F
2
R
R=CH3
N
R
R=CH3
Ar
OCH3
2
N
OH
R
OH
N
N
O
O
OH
N
N
1
+ R-Cl / - HCl
R=H3C(CH2)nCO(n=0,2,8)
h
R
HO
2
OR
OCH3
N
R
Ar
1
70-76 (s. 6.9)
F
F
63-65 (s. 6.7.2)
F
F
26 (s. 6.6.2)
R1 und/oder
R2=H
Abb. 24 Syntheseplan der Zielverbindungen
O
H3CO
Ar
CH3
Ar
1
66-69 (s. 6.8)
CH3
O
O
N
Ar
1
R=Benzyl
R1=R2=CH3
f
O
H3CO
HZ2, 3FLB (s. 6.2),
21-25, 27-55 (s. 6.6.1)
R1 und/oder
R2=Benzyl
OH
O
g
OR
Ar
Ar
HO
O
RO
1
2
N
O
O
d
56-62 (s. 6.7.1)
R
od.
N
OH
R
N
+ 2HCHO
c + H2N-R2
- 2H2O
R
HO
e
Ar:
Ar
1
PyA, 3FLA (s. 6.2),
4-20 (s. 6.5)
2
OH
R
O
RO
N
Ar
OEt
ADS-Et
+ 2Ar-CHO
+ H2N-R1
- 2H2O
OH
O
O
O
EtO
ADS-Me
b
R
O
OCH3
1-3 (s. 6.4)
a:
b:
c:
d:
e:
f :
g:
h:
O
O
Synthese, Stereochemie und pharmakologische
Charakerisierung von
3,7-Diazabicyclo[3.3.1]nonan Derivaten
als selektive κ-Agonisten
Dissertation zur Erlangung des
naturwissenschaftlichen Doktorgrades
der Bayerischen Julius-Maximilians-Universität Würzburg
vorgelegt von
Holger Projahn
aus Aalen
Würzburg 2005
Eingereicht am
..................................................
bei der Fakultät für Chemie und Pharmazie
1. Gutachter
..................................................
2. Gutachter
..................................................
der Dissertation
1. Prüfer
..................................................
2. Prüfer
..................................................
3. Prüfer
..................................................
des öffentlichen Promotionskolloquiums
Datum des öffentlichen Promotionskolloquiums
..................................................
Doktorurkunde ausgehändigt am
..................................................
Frau Professor Dr. Ulrike Holzgrabe,
auf deren Anregung und unter deren Leitung
die vorliegende Arbeit entstand,
danke ich sehr herzlich für
die freundliche Aufnahme in ihren Arbeitskreis,
die interessante Themenstellung,
ihre immer vorhandene Diskussionsbereitschaft
und die mir gewährte Unterstützung bei der Anfertigung dieser Dissertation.
(:..und auch für ihre unermüdliche Geduld bei der Korrektur der vielen
Monographien..:)
Die hier vorliegende Arbeit wurde in der Zeit von Juli 2000 bis Mai 2005 am
Institut für Pharmazie und Lebensmittelchemie der Bayerischen JuliusMaximilians-Universität in Würzburg unter der Leitung von Frau Professor Dr.
Ulrike Holzgrabe angefertigt.
Ich möchte mich in erster Linie bei meiner Familie und meinen Freunden sehr
herzlich bedanken, die mir sowohl privat, als auch fachlich mit Rat und Tat zur
Seite gestanden haben und somit maßgeblich zum Gelingen dieser Arbeit
beigetragen haben.
Ganz besonders möchte ich mich bedanken bei:
Der Firma Grünenthal GmbH, Aachen, besonders bei Frau Dr. Kögel, Herrn Dr.
Englberger, Herrn Dr. Haurand, Herrn Dr. Friderichs, Herrn Dr. Zimmer, Herrn
Dr. Frormann und Herrn Dr. Sundermann für die Durchführung der pharmakologischen Testung.
Herrn Dr. Lienke, Universität Heidelberg, für die vielen fachlichen Diskussionen.
Meiner Freundin Delia Gliga, die mir in jeder Lebenslage, besonders in jeder
Phase der Promotion Unterstützung und viel Kraft gegeben hat und deshalb
unendlich viel zum Gelingen beigetragen hat. (Te iubesc foarte mult !)
Eberhard für das tolle Laborklima, die vielen Diskussionen, Anregungen, alle
seine kleinen und grossen Tipps und Kniffs rund um die praktische Bändigung
der Chemie (Du bist immer noch der Teer-König!), alle seine NMR-Röhrchen,
Kolben, vor allem seine eluotrope Reihe, für das Einführen in die fränkische
Weinkultur mit vielen praktischen Seminaren und für die Erkenntnis, dass
Knoblauch zu jedem Gericht passt außer Mousse au chocolat und Crème
Caramel.
Juurgen für die kohlossale Zeit im Labor und während des Studiums, für die
vielen fachlichen Gespräche, bei denen ich sehr viel gelernt habe.
Steffi und Dani für die unzähligen kleinen Pausen, in denen bei lecker Kippchen
über Gott und die Welt geschnattert wurde. Eure Hüte sind nach wie vor
unerreicht. Weiter so...
Antonella, die mir mit ihrem sonnigen Gemüt so manche trübe Laborstunde
erhellt hat und ohne die die Feten nur noch halb so gut waren.
Ralph für die anregenden und interessanten Diskussionen zu diversen NMRProblemen als auch zu politischen Fragestellungen, die ich sicherlich vermissen
werde.
Lina, die mir unermüdlich die unzähligen Kleinigkeiten aus der Chemikalienausgabe besorgt hat und die immer für möglichst wenig Entropie im Labor gesorgt
hat.
Bernd für immer selbstverständliches Asyl in seinem Kombjuderraum.
Curd für die nette Einführung in die Geheimnisse der praktischen NMRSpektroskopie.
Benny für seine urschwäbische Art, alles nicht so eng zu sehen und der mich im
alltäglichen
Kampf
gegen
Fussball-philosophisch
Fehlgeleitete
tatkräftig
unterstützt hat.
Sabine für die nette, aber leider kurze Zeit im Labor und für die vielen DVD's
woher sie auch stammen mögen.
Claudia für alle heiteren Kaffeepausen.
Bei den Studenten des 6.Semesters, die mich die eine oder andere Hirnzelle
gekostet haben, die es aber auch mit mir manchmal nicht leicht gehabt haben.
Meinem gesamten Arbeitskreis, der durch das freundliche und lockere Arbeitsklima maßgeblich zum Gelingen dieser Arbeit beigetragen hat.
Und schlussendlich bei allen anderen Kollegen und Weggefährten die ich
während meiner Zeit am Institut kennengelernt habe, hier aber nicht alle im
Einzelnen nennen kann.
Meiner Familie
Inhaltsverzeichnis
1.
Einleitung..................................................................................................1
1.1.
OPIOIDE ....................................................................................................1
1.1.1.
Geschichtliches ...................................................................................1
1.1.2.
Das endogene opioide System ...........................................................5
1.1.2.1.
Anatomie und Funktionen ........................................................5
1.1.2.2.
Opioidrezeptoren......................................................................6
1.1.2.2.1. Klassifizierung ......................................................................6
1.1.2.2.2. Molekulare Pharmakologie.................................................10
1.1.2.2.3. Biologische Wirkungen und Nebenwirkungen ....................13
1.1.3.
Subtypspezifische Liganden .............................................................16
1.1.3.1.
Endogene Liganden ...............................................................16
1.1.3.1.1. POMC-Gruppe ...................................................................17
1.1.3.1.2. PA-Gruppe .........................................................................17
1.1.3.1.3. PD-Gruppe .........................................................................17
1.1.3.1.4. ppOFQ/N-Gruppe...............................................................18
1.1.3.1.5. Pro-Endomorphin-Gruppe ..................................................18
1.1.3.2.
Synthetische Liganden ...........................................................19
1.1.3.2.1. µ-Rezeptor-Liganden .........................................................19
1.1.3.2.2. δ-Rezeptor-Liganden .........................................................24
1.1.3.2.3. ORL1-Rezeptorliganden .....................................................25
1.1.3.2.4. κ-Rezeptor-Liganden..........................................................26
1.2.
Katalysatoren ...........................................................................................30
1.2.1.
Bispidon-Übergangsmetall-Komplexe ...............................................30
1.2.2.
Bispidon-Übergangsmetall-Komplexe als Katalysatoren...................31
1.2.3.
Anwendung von Bispidon-Übergangsmetall-Komplexen ..................33
2.
Zielsetzung und Motivation ...................................................................34
2.1.
Opioidliganden .........................................................................................34
2.2.
Katalysatorliganden..................................................................................35
Inhaltsverzeichnis
3.
Allgemeiner Teil .....................................................................................37
3.1.
Die Mannich-Reaktion ..............................................................................37
3.2.
Synthese der Zielverbindungen................................................................39
3.2.1.
Synthese der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3..........................41
3.2.2.
Synthese der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-20.42
3.2.3.
Synthese
der
2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di-
carbonsäurederivate 21-25, 27-55 ....................................................46
3.2.3.1.
Optimierung der Synthese......................................................46
3.2.3.2.
Synthese von Liganden mit gemischter κ/δ-Affinität...............49
3.2.3.3.
Stereochemie
der
2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]-
nonan-1,5-di-carbonsäurederivate .........................................51
3.2.3.3.1. Konfigurationsisomerie.......................................................51
3.2.3.3.2. Konformationsisomerie ......................................................60
3.2.4.
Synthese der 2,4-Di-(3-fluorphenyl)-3,7-dimethyl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure 26 ...........................................67
3.2.5.
Synthese
der
2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo-
[3.3.1]-nonan-9-ole 56-62..................................................................70
3.2.5.1.
3.2.6.
Optimierung der Synthese......................................................70
N-Debenzylierung zu den 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen 63-65 ......................................................76
3.2.7.
Synthese der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 66-69.......................................................78
3.2.7.1.
Optimierung der Synthese......................................................78
3.2.7.2.
Chromatographische Trennung der syn/anti-Isomere ............81
3.2.7.2.1. Trennung der Isomeren 66a und 66b.................................81
3.2.7.2.2. Trennung der Isomeren 67a und 67b.................................83
3.2.8.
Synthese der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 70-76.......................................................87
3.2.9.
Stereochemie der sekundären Alkoholfunktion an C9 ......................90
3.2.9.1.
Der NOE-Effekt ......................................................................90
Inhaltsverzeichnis
3.2.9.2.
Selektive 1D-NOESY-Messungen..........................................92
3.2.9.2.1. Probenvorbereitung............................................................95
3.2.9.2.2. Diskussion der Messergebnisse.........................................95
3.3.
Pharmakologische Testung....................................................................100
3.3.1.
Bestimmung der Rezeptoraffnität....................................................100
3.3.2.
Bestmimung der In-vivo-Aktivität.....................................................101
3.3.3.
Diskussion der Testergebnisse .......................................................102
4.
Zusammenfassung ..............................................................................109
5.
Summary...............................................................................................113
6.
Experimenteller Teil .............................................................................117
6.1.
Allgemeine Angaben ..............................................................................117
6.2.
Synthese literaturbekannter Vorstufen ...................................................120
6.2.1.
Synthese von PyA ..........................................................................120
6.2.2.
Synthese von HZ2...........................................................................120
6.2.3.
Synthese von 3FLA ........................................................................121
6.2.4.
Synthese von 3FLB ........................................................................122
6.2.5.
Synthese der 4-Benzoylbenzoesäure .............................................122
6.2.6.
Synthese des 4-Benzoylbenzoesäure-N,N-diethylamid ..................123
6.3.
Synthese des (RS)-4-(1-Amino-1-phenyl)methylbenzoesäure-N,N-diethylamid-hydrochlorid...................................................................................124
6.4.
Synthese der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3 ...............................125
6.4.1.
Allgemeine Synthesevorschrift ........................................................125
6.4.2.
Analytische Daten ...........................................................................126
6.5.
Synthese der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-20......127
6.5.1.
Allgemeine Synthesevorschrift ........................................................127
6.5.2.
Analytische Daten ...........................................................................129
Inhaltsverzeichnis
6.6.
Synthese der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di-carbonsäurederivate 25-55 ...............................................................................137
6.6.1.
Allgemeine Synthesevorschrift ........................................................137
6.6.2.
Hydrogenolytische Esterspaltung zur 2,4-Di-(3-fluorphenyl)-3,7-dimethyl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure 26..140
6.6.3.
6.7.
Analytische Daten ...........................................................................141
Synthese der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo-[3.3.1]nonan-9-ole 56-65..................................................................................162
6.7.1.
Reduktion zu den 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxy-methyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen 56-62...............................................................162
6.7.2.
N-Debenzylierung zu den 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen 63-65 ....................................................164
6.7.3.
6.8.
Analytische Daten ...........................................................................165
Synthese
der
2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di-
carbonsäuredimethylester 66-69............................................................172
6.8.1.
Reduktion der C9-Ketofunktion zu den 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylestern 66-69..........172
6.8.2.
Trennung der Isomeren 66a und 66b..............................................173
6.8.3.
Trennung der Isomeren 67a und 67b..............................................174
6.8.4.
Trennung der Isomeren 69a und 69b..............................................175
6.8.5.
Analytische Daten ...........................................................................176
6.9.
Synthese
der
9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di-
carbonsäuredimethylester 70-76............................................................181
6.9.1.
Acylierung der C9-Hydroxygruppe zu den 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylestern 70-76 ....181
6.9.2.
Analytische Daten ...........................................................................184
6.10. Durchführung der pharmakologischen Testung .....................................190
7.
6.10.1.
Bestimmung der Rezeptoraffinität ...............................................190
6.10.2.
Bestimmung der In-vivo-Aktivität .................................................191
Anhang..................................................................................................193
Inhaltsverzeichnis
8.
Literaturverzeichnis .............................................................................202
Einleitung
1.
Einleitung
1.1.
OPIOIDE
Definition:
Der Begriff „Opioid" umfasst alle Substanzen, welche den gleichen Wirkmechanismus aufweisen wie die Bestandteile des Opium, dem getrockneten
Milchsaft der Kapseln des Schlafmohns (Papaver somniferum, Papaveraceae).1
Die Opioide können gemäß ihrer Struktur grob in drei Gruppen eingeteilt werden:
-
Substanzen natürlichen Ursprungs, die durch Isolierung aus Schlafmohn
gewonnen werden, und deren synthetische Derivate.
-
Substanzen, welche vollsynthetisch hergestellt werden und sich strukturell
völlig von den Naturstoffen oder deren halbsynthetisch gewonnenen
Derivaten unterscheiden, dabei aber das gleiche Wirkprofil besitzen.
-
Peptidische Substanzen natürlichen oder synthetischen Ursprungs mit
gleichem oder ähnlichem Wirkprofil wie die nicht-peptidischen Substanzen.2
1.1.1.
Geschichtliches
Der Schmerz ist untrennbar mit dem Menschen verbunden. Er begleitet den
Menschen von seiner Geburt bis zum Tode. Die Allgegenwärtigkeit des
Schmerzes hat die Menschheit schon in frühester Geschichte bewegt und dazu
animiert diesen zu verstehen und zu bekämpfen.
Viele Naturvölker glaubten, der Schmerz, sofern er von Krankheiten komme, sei
von bösen Geistern und Dämonen hervorgerufen, die vom Körper des
Erkrankten Besitz ergriffen hatten. Diese durch Beschwörungen und Rituale
auszutreiben, war Aufgabe von Schamanen und Medizinmännern.
Bei den frühen Hochkulturen, wie z.B. den Ägyptern, lassen sich neben
religiösen und magischen Schmerzaustreibungen auch schon rationale,
1
Einleitung
empirische Ansätze zur Schmerzbehandlung finden. So wurde versucht
Schmerzen durch Erbrechen oder Urinieren zu behandeln, auf dass die bösen
Geister auf diesen Wegen den Körper verlassen konnten. Auch die Anwendung
von pflanzlichen oder tierischen Präparaten war bekannt. So legte man z.B. in Öl
gebratene Frösche auf schmerzende Hautpartien, oder aber man bediente sich
der „Pflanze der Freude“, wie sie von den frühen Sumerern genannt wurde, dem
Schlafmohn Papaver somniferum.
Der Umgang damit, und die Gewinnung des Milchsaftes aus Schlafmohn lässt
sich bis zu ca. 4000 Jahren zurückverfolgen. Damals wurde der Schlafmohn
während der 18. Dynastie (1500 – 1300 v. Chr.) zu medizinischen Zwecken aus
Palästina nach Ägypten importiert. Ebenfalls in Indien oder im frühen China war
Opium zur Behandlung von Zahn- oder Gelenkschmerzen bekannt.
Im antiken Rom verwendete der römische Arzt Galen (129 – 200 n. Chr.) neben
diversen Kräutern auch eine opiumhaltige Mixtur, den Theriak, welcher aus bis
zu
70
Grundstoffen,
auch
mit
Fleisch
von
diversen
Giftschlangen,
zusammengesetzt war.3
Der Ursprung des Theriak ist bei Mithridates VI Eupator dem König von Pontos
(132 – 63 v. Chr.) zu suchen. Sein Interesse galt der Verwendung nahezu aller
einfachen Mittel um diese den tödlich wirkenden Mitteln entgegenzusetzen.
Seine bevorzugte wissenschaftliche Methodik bestand darin, Gefangene mit
diversen Giften zu vergiften und anschließend seine Heilmittel an ihnen zu
versuchen. Seine Hoffnung galt der Erfindung eines universellen Heilmittels
gegen alle tödlichen Gifte. Dieses seit damals bekannte, nach seinem Erfinder
benannte Mithridatium bildete die Grundlage für den Theriak, den der spätere
Leibarzt Neros (37 – 68 n. Chr.), Andromachos der Ältere (1. Jh. n. Chr.),
herstellte. Er veränderte die Rezeptur des Mithridatium, indem er mehrere
Komponenten durch andere ersetzte und ergänzte, unter anderem mit einer nicht
unerheblichen Menge an Vipernfleisch. Dieser Theriak (thería = giftiges Tier)
wurde einerseits als Allheilmittel, aber auch prophylaktisch, um sich vor
Giftanschlägen potentieller Rivalen zu schützen, verwendet.4
2
Einleitung
Lange gab es auf dem Gebiet der pharmakologischen Schmerztherapie keine
Alternative zum Theriak, der als beliebtes Handelsgut bis ins 18. Jahrhundert
weite Verbreitung erfuhr, und bis 1955 sogar im Deutschen Arzneibuch, im 5.
Ergänzungsband, verzeichnet war. Im Mittelalter bewegte sich nicht viel
bezüglich der Schmerztherapie, woran die christliche Kirche sicherlich keinen
geringen Anteil hatte. Durch die Verknüpfung von Schmerz und Sünde erfolgte
eine Transzendierung des Leidens als Folge menschlicher Fehlbarkeit, so dass
eine Heilung nur bei Gott und den Heiligen gesucht und gefunden werden
konnte. Sicherlich stellte die Erfindung bzw. Entwicklung des Laudanum durch
den Apotheker Philippus Theophrastus Bombastus von Hohenheim, auch als
Paracelsus bekannt (1493 – 1541), eine Bereicherung dar im Sortiment der
Schmerzmittel.
Das
Laudanum
enthielt
neben
Opiumextrakten
auch
verschiedene Kräuter wie Alraune (Mandragora officinarum, Solanaceae),
Bilsenkraut
(Hyoscyamus
niger,
Solanaceae)
und
Tollkirsche
(Atropa
Belladonna, Solanaceae). Auch das Laudanum erfreute sich großer Beliebtheit
und weiter Verbreitung und fand Anwendung bis ins frühe 20. Jahrhundert.
Mit der Erfindung des Laudanum wurden aber auch kritische Stimmen bezüglich
der Nebenwirkungen des Opiums laut. So schrieb Jacobus Theodorus gen.
Tabernaemontanus (1520 – 1590): „ Dann in Wahrheit von diesen Opio zu reden
/ ist nicht anders denn ein schädlich Gift. ... es benimt die Empfindlichkeit aller
Gliedmassen ... und bringt den Menschen schlafend umb.“3
Im 19. Jahrhundert gelang dem Paderborner Apotheker Friedrich Wilhelm Adam
Sertürner (1783 – 1841) der Durchbruch auf dem Gebiet der Pharmakologie. Ihm
gelang im Jahre 1805 die Isolierung und Kristallisation von Morphin aus
Rohopium. Der Name Morphin entstammt der römischen Mythologie und wurde
nach dem Gott des Schlafes Morpheus benannt. Es ist neben Papaverin, Codein
und Thebain, um nur die bekanntesten der ca. 25 enthaltenen Alkaloide zu
nennen, das Hauptalkaloid der Pflanze. Diese herausragende wissenschaftliche
Errungenschaft wurde unter dem Titel „Darstellung der reinen Mohnsäure
(Opiumsäure)“ in Trommsdorff Journal der Pharmacie 1806 publiziert. Sertüner
untersuchte ebenfalls die pharmakologischen Wirkungen des Morphins zuerst im
3
Einleitung
Tierversuch und später am Menschen durch Selbstversuche. Die Ergebnisse
beschrieb er wie folgt: „ ...eine vorübergehende Neigung zum Erbrechen und ein
dumpfer Schmerz im Kopfe mit Betäubung empfunden...“ worauf dann „...
Ermattung und starke an Ohnmacht grenzende Betäubung“ folgten. Nach einer
versuchten Antagonisierung dieser Wirkungen durch Einnahme von starkem
Essig schrieb er weiter: „ Hiernach erfolgte heftiges Erbrechen... Die Nacht ging
unter starkem Schlaf vorüber. Gegen Morgen stellte sich das Erbrechen wieder
ein... Mangel an Leibesöffnung und Eßlust, Betäubung, Schmerzen in dem Kopfe
und Leibe verloren sich erst nach einigen Tagen.“
Damit hatte Sertürner Analgesie, Sedierung, Appetitlosigkeit, Erbrechen und
Obstipation, als die klassischen Wirkungen und Nebenwirkungen von opioiden
Schmerzmitteln umfangreich und eindeutig beschrieben.
Im Jahre 1827 begann die industrielle Produktion von Morphin durch die Firma
Merck. Die nun im großen Maßstab sichergestellte Morphinverfügbarkeit wurde
in den darauf folgenden amerikanischen Bürgerkriegen (1861 – 1865) als auch
im Deutsch-Französischen Krieg zur Versorgung der Soldaten ausgenutzt, wobei
erst im Nachhinein das enorme Suchtpotential von hoch dosiertem, systemisch
verabreichten Morphin erkannt wurde.
Durch diese unerwünschten Wirkungen sah sich die Wissenschaft dazu
angetrieben, neue Morphinderivate synthetisch herzustellen, welche bei gleich
bleibender Analgesie ein deutlich geringeres Nebenwirkungs -, vor allem jedoch
ein erheblich vermindertes Suchtpotential aufweisen sollten.
Um nur die wichtigsten zu nennen, kamen 1874 das Diacetylmorphin (Heroin),
1925 das Hydromorphon (Dilaudid®), 1949 das Methadon (Polamidon®), 1970
das Tilidin (Valoron®), 1977 das Tramadol (Tramal®), 1983, als pharmazeutischtechnologische Errungenschaft, Morphin als Retardformulierung (MST®), 1991
das Fentanyl (Durogesic®) und 2001 Buprenorphin (Transtec®), jeweils als
transdermale Applikationssysteme, auf den Markt.5
4
Einleitung
1.1.2.
Das endogene opioide System
1.1.2.1. Anatomie und Funktionen
Das endogene opioide System wird häufig mit dem ableitenden Schmerzinhibitorischen System gleichgesetzt. Letzteres gehört zwar auch zum opioiden
System, jedoch ist dieses weiter im menschlichen Körper verbreitet.
Im Grunde bilden alle Körperareale, in denen es eine hohe Opioidrezeptorendichte gibt und die somit an der Schmerzempfindung und -unterdrückung
beteiligt
sind,
das
opioide
System.
Opioidrezeptoren (OR) findet man in
hohen Dichten im Gehirn und im ZNS.
Man findet sie aber auch am GastroIntestinaltrakt zur Steuerung der Motilität,
der Magenentleerung und Sekretion von
Intestinalflüssigkeit. Desweiteren findet
man OR in der Peripherie und in
Immunzellen. Dort sind sie an der
Regulation von Entzündungsprozessen
beteiligt.2 Die wichtigste Rolle spielen
sie bei der zentralen Schmerzunterdrückung durch Hemmung der Weiterleitung von Nervenimpulsen des aufsteigenden Schmerzsystems und durch
Abb. 1 Schematische Darstellung des ZNS
Aktivierung des absteigenden Schmerz-
regulationssystems (s. Abb. 1 aus6). Liegt eine Erregung z.B. von Nozizeptoren
der Haut vor, so werden die daraus hervorgehenden Impulse über schnelle AδFasern, welche den ersten, akuten, lokalisierbaren Schmerz und über
langsamere C-Fasern, welche den zweiten, dumpfen, schlecht lokalisierbaren
Schmerz vermitteln, über Zwischenneurone auf den Tractus spinothalamicus
lateralis übertragen. Als Neurotransmitter werden hierbei Substanz P und
Glutamat ausgeschüttet. Substanz P fungiert hierbei mehr als Neuromodulator,
5
Einleitung
indem es auf der Nozizeptorenseite zu einer Steigerung der Durchblutung, zu
einer Entzündungsförderung und zu einer Sensibilisierung der Nozizeptoren
beiträgt. Auf der zentralen Seite spielt Substanz P eine Rolle bei der
Unterscheidung von niedrig- und hochfrequenten Impulsen der afferenten
Nerven, indem Mg2+-blockierte NMDA-Kanäle (N-Methyl-D-Aspartat) für den
eigentlichen Neurotransmitter Glutamat sensibilisiert werden. Der daraufhin
erfolgende Calciumioneneinstrom hat weit reichende Konsequenzen innerhalb
des Neurons, welche zu einer Erniedrigung der Reizschwelle führen und somit
entscheidenden Einfluss auf die klinischen Fälle der Hyperalgesie nehmen.7,8 OR
befinden sich prä- und postsynaptisch an den Interneuronen des aufsteigenden
Schmerzsystems.
Als
Neurotransmitter
fungieren
die
oligopeptidischen
Endorphine, Enkephaline und Dynorphine. Ihre Ausschüttung unterbindet die
Freisetzung des Neuromodulators Substanz P oder hemmt die Neurone direkt
durch verschiedene Mechanismen, die später noch im Einzelnen erläutert
werden.7 Zusätzlich aktivieren Opioide das absteigende Schmerzregulationssystem, welches in noradrenergen und serotonergen Synapsen an den
Interneuronen des Rückenmarks endet, wodurch ebenfalls die Weiterleitung der
Schmerzafferenzen auf den Tractus spinothalamicus unterbunden wird. Auf
supraspinaler Ebene sind OR an der Abschwächung des emotionalen Erlebens
von Schmerzen (limbisches System) aber auch an der Inhibierung der
vegetativen
Komponenten,
wie
Erhöhung
der
Atmungsaktivität
oder
Durchblutungssteigerung, beteiligt (Formatio reticularis).9
1.1.2.2. Opioidrezeptoren
1.1.2.2.1. Klassifizierung
Die Existenz von OR wurde erstmals in den frühen fünfziger Jahren von Beckett
und Casy postuliert.10 Sie untersuchten mit Hilfe von Tail-flick-Experimenten die
analgetische Wirksamkeit von verschiedenen Enantiomerenpaaren. Anhand der
untersuchten Strukturen wurde mittels einfacher Struktur-Wirkungsbeziehungen
ein Modell entwickelt, welches die Oberflächenbeschaffenheit eines sog.
6
Einleitung
"Analgesic Receptor" beschrieb. Diesem Modell zur Folge besitzt der "Analgesic
Receptor" einen planaren Teil, eine Kavität und ein anionisches Zentrum, welche
entsprechend in Wechselwirkung mit einem aromatischen Element, mit einem
sterisch
anspruchsvollem
Kohlenwasserstoffgerüst
und
einem
basischen
Stickstoff treten sollten. Dieses Modell konnte jedoch nicht sehr lange bestehen,
da immer neue Strukturen synthetisiert wurden, die nicht mit diesem Modell
korrelierten. Ebenso verwirrend war die Tatsache, dass bei der Übertragung von
Substituenten, die bei einigen Substanzklassen Garanten für eine hohe
analgetische Potenz waren, auf andere sog. "Analgesiophoren" scheinbar
zufällig deren Aktivität verstärkt oder auch völlig ausgelöscht wurde.11 Basierend
auf diesen Erkenntnissen erweiterte Portoghese das Rezeptormodell durch die
Annahme, das analgetische Molekül tritt in Wechselwirkung mit nur einer Art
Rezeptor durch unterschiedliche Bindungsverhalten (Fall 1) oder es existieren
mehrere Arten von Rezeptoren, an denen die Moleküle zu unterschiedlichen
Anteilen binden (Fall 2). Ebenfalls wurde erstmals das Vorhandensein
verschiedener Typen von Rezeptoren diskutiert, die in der Lage sind unterschiedliche Moleküle unabhängig voneinander, selektiv zu binden (Fall 3).12
OH
OH
OH
O
H3C
O
N
H2C
N
OH
Morphin
CH3
CH3
Ketocyclazocin
N
CH3
CH3
SKF-10,047
Abb. 2 Namensgeber für die Opioidrezeptoren nach Martin
Martin und Mitarbeiter konnten als Erste drei Typen von OR unterscheiden. Sie
konnten durch Experimente an Morphin-abhängigen und -unabhängigen Hunden
drei verschiedene Symptomatiken erzeugen. Sie ordneten diese den nach ihren
Experimenten identifizierten selektiven Agonisten für die Rezeptoren µ (Morphin),
κ (Ketocyclazocin) und σ (SKF-10,047) zu (s. Abb. 2).13
Die Identifizierung der endogenen Liganden Met(5)- und Leu(5)-enkephalin14,15
(Enkephalin = griech. "Im Kopfe") führte zu einer Vielzahl an Radioligandbindungsstudien mit deren Tritium-markierten Derivaten.16 Mit Hilfe dieser
7
Einleitung
Untersuchungen gelang es Kosterlitz et al. einen weiteren OR zu identifizieren.
Es stellte sich heraus, dass die Enkephaline im Guinea-Pig-Ileum-Testsystem
(GPI) eine höhere Aktivität zeigten als im Mouse-vas-Deferens-Testsystem
OH
OH
(MVD). Ebenso konnten die Effekte, die im
O
GPI
N
N
CH3
CH3
O
CH3
CH3
MR2266
Ethylketocyclazocin
erzielt
wurden,
eine
zehnmal
durch
geringere
Naloxon
Dosis
an
antagonisiert
werden, als im MVD.
Abb. 3
Vergleichbare Ergebnisse wurden mit dem κ-selektiven Antagonist MR2266 und
Ethylketocyclazocin (s. Abb. 3) als Substrat erhalten. Man schloss daraus, dass
die Effekte, die im MVD erzielt wurden, von einem weiteren bis dahin
unbekannten Rezeptor hervorgerufen wurden. Dieser Rezeptor wurde nach der
Mouse-vas-deferens Methode δ-Rezeptor benannt.17 Heute gilt als gesichert,
dass der σ-Rezeptor nicht zu der Klasse der OR zählt. Die Wirkungen, welche
anfänglich über diesen Rezeptor vermittelt wurden, basierten auf der Blockade
von NMDA-Rezeptoren. Ebenso konnte dessen Zugehörigkeit zu den OR nicht
durch Klonierungsexperimente untermauert werden.16
Mitte der neunziger Jahre konnte ein weiterer OR entdeckt werden. Durch
Amplifikation humaner DNA, ausgehend von Oligonucleotiden, welche für hoch
konservierte Regionen des
δ-OR kodieren, konnte die cDNA eines neuen
Rezeptors identifiziert werden, der zwar hohe Ähnlichkeit zu den bisher
bekannten OR aufwies, jedoch ein anderes Bindungsverhalten gegenüber den
endogenen Peptidprototypen β-Endorphin, Enkephalin und Dynorphin aufwies.18
Dieser Rezeptor wurde gemäß seiner Ähnlichkeit zu den OR ORL1-Rezeptor
(Opioid-Receptor-Like) genannt.
Mitte der achtziger Jahre bis Mitte der neunziger Jahre wurde eine Vielzahl an
Bindungsstudien mit neuen, Tritium-markierten, selektiven, peptidischen und
nicht-peptidischen Liganden durchgeführt. Es wurden mehrere Bindungsstellen
für µ-, κ-, δ-Rezeptoren entdeckt, welche mit der Existenz von mehreren Sub-
8
Einleitung
typen der einzelnen OR erklärt wurden. Für den µ-Rezeptor wurden drei
Subtypen µ1-µ3, für den κ-Rezeptor vier Subtypen κ1, κ1a, κ1b und κ3, für den
δ-Rezeptor zwei Subtypen δ1 und δ2 postuliert. Ob diese unterschiedlichen
Bindungsstellen tatsächlich auf der Existenz von unabhängigen Rezeptoren
beruhen, bleibt fraglich.19,20,21 Neuere Erkenntnisse gehen von der Möglichkeit
aus, dass die Multiplizität der einzelnen Subtypen der unterschiedlichen OR auf
Splice-Varianten, posttranslationale Modifikationen wie Glykosylierung oder
Rezeptorassoziationen zurückzuführen sind.2 Hinweise verdichten sich zu der
Annahme, dass Heterodimere der OR existieren und dass beispielsweise δ-κRezeptordimere identisch mit etwaigen postulierten Subtypen der δ- oder κRezeptoren sind.22
Untersuchungen legten ebenfalls ein Vorhandensein eines ε-Rezeptors nahe,
dessen Existenz ebenfalls noch nicht bewiesen werden konnte. Erst kürzlich
gelang es, mittels funktionellen [35S]GTPγS-Bindungsstudien nachzuweisen,
dass es keine signifikante Restaktivität von Triple-Knockout-Mäusen gegenüber
β-Endorphin gibt, welches mit hoher Affinität zum ε-Rezeptor eine [35S]GTPγSBindung stimulieren sollte. Demnach beinhaltet die ε-Bindungsstelle µ-, δ- und/
oder κ-Rezeptoren, welche möglicherweise über nicht-klassische G-Proteine
gekoppelt sind.23
Zusammenfassend können gesichert vier verschiedene OR unterschieden
werden:
-
µ-Rezeptor
-
κ-Rezeptor
-
δ-Rezeptor
-
ORL1-Rezeptor
9
Einleitung
1.1.2.2.2. Molekulare Pharmakologie
Die Untersuchung der OR auf molekularer Ebene begann in den frühen
neunziger Jahren mit der Klonierung des δ-Rezeptors der Maus durch die
Arbeitsgruppen um Evans und Kieffer.24,25 Innerhalb weniger Jahre wurden
ebenfalls die Rezeptorproteine des δ-Rezeptors der Ratte26, des µ-Rezeptors der
Ratte27, der Maus28 und des κ-Rezeptor der Maus29, der Ratte30 und des
Meerschweinchens31 geklont. Basierend auf Oligonukleotiden dieser Rezeptoren
gelang es, auch die humanen Klone der µ-, κ-, δ-OR sowie des ORL1-Rezeptors
zu erzeugen.18,32,33,34 Nachfolgend (s. Tab. 1 aus35,36) sind die Hauptmerkmale
der OR zusammengefasst.
µ-OR
6q24-25
(Mensch)
κ-OR
8q11.12
(Mensch)
δ-OR
1p34.3-36.1
(Mensch)
ORL1-OR
20q13.2-13.3
(Mensch)
400 (Mensch)
398 (Ratte,
Maus)
380 (Mensch,
Ratte, Maus)
372 (Mensch,
Ratte, Maus)
370 (Mensch)
367 (Ratte,
Maus)
Mögliche
Glykosylierungsstellen
5 (Mensch,
Ratte)
4 (Maus)
2 (Mensch,
Ratte, Maus)
2 (Mensch,
Ratte, Maus)
3 (Mensch)
4 (Ratte)
Mögliche
Palmitoylationsstelle
1 (Mensch,
Ratte, Maus)
1 (Mensch,
Ratte, Maus)
1 (Mensch,
Ratte, Maus)
1 (Mensch,
Ratte, Maus)
Go/Gi/Gz/G15-16
Go/Gi/Gz/G16
Go/Gi/Gz/G16
Go/Gi/Gz/G16
Chromosomale
Lokalisation
Aminosäuren
G-Protein
Tab. 1 Hauptmerkmale der OR
Alle vier Subtypen der OR gehören zu der Familie der Pertussistoxin-sensitiven
G-Protein-gekoppelten Rezeptoren vom Rhodopsintyp. Sie besitzen sieben
transmembranäre Domänen, welche vermutlich als α-Helices vorliegen. Der NTerminus befindet sich extrazellulär, der C-Terminus intrazellulär. Die transmembranären Domänen werden durch jeweils drei extra- und intrazelluläre
Loops miteinander verbunden. (s. Abb. 4 aus35)
10
Einleitung
N-Terminus
Extrazellulär
Intrazellulär
C-Terminus
Abb. 4 Schematische Darstellung des µ-Opioidrezeptors der Ratte
Vergleicht man die Aminosäuresequenzen aller OR untereinander, so findet sich
die größte Homologie innerhalb der intrazellulären Loops (IL) und der transmembranären Domänen (TM). Der Hauptunterschied der Rezeptoren besteht in
der Sequenz der extrazellulären Loops (EL) und der terminalen Sequenzen.
Durch Punktmutationsstudien konnten EL-II und EL-III als Determinanten für die
Rezeptorselektivität ausgemacht werden.2 Betrachtet man die Sequenzen der
TMs 2,3,7 und ILs 1,3, so liegt deren Konservierungsgrad bei über 70%. Im
Gegensatz dazu findet man eine Übereinstimmung der Aminosäuresequenz der
TM4 oder den ELs 2,3 in nur sechs, zwei oder einer Aminosäure entsprechend.37
Die Bindung eines Agonisten (first messenger) an einem OR führt zu einer weit
reichenden und komplexen Signal Transduktion innerhalb der Zelle. Nach der
Bindung des Agonisten kommt es zu einer Assoziation des G-Proteins, welches
aus einer α- und einer β/γ-Untereinheit besteht, mit dem Rezeptor (B). Nachdem
Guanosyldiphosphat (GDP) durch Guanosyltriphosphat (GTP) an der α-Einheit
11
Einleitung
des G-Proteins ausgetauscht worden ist, kommt es zur Dissoziation der α-Einheit
vom G-Protein-Rezeptor-Komplex (C). Diese aktivierte α-Einheit tritt in Wechselwirkung mit einem Ionenkanal oder mit einem Zielprotein bzw. -enzym zur
Bildung eines weiteren Botenstoffs (second-messenger) (D). Nach erfolgter
Spaltung von GTP zu GDP und Phosphat an der α-Einheit (E) kommt es zur
Rekonstitution des G-Proteins (A). (s. Abb. 5 aus7)
Abb. 5 Signaltransduktion von G-Protein gekoppelten Rezeptoren
Es gibt mehrere verschiedene Mechanismen, welche durch die Aktivierung des
G-Proteins ausgelöst werden können. Hauptsächlich sind inhibitorische Gi/GoProteine (s. Tab. 1) für die Inhibition der Adenylatcyclase (AC), für die Aktivierung von einwärts, gleichstellenden K+-Ionenkanälen und die Inhibierung
spannungsabhängiger Ca2+-Ionenkanäle verantwortlich. Daraus resultiert eine
Abnahme der Erregbarkeit der Plasmamembran und eine verringerte Ausschüttung von Neurotransmittern für die Übertragung von Schmerzreizen. Die
Inhibierung der AC hat zudem weitere Konsequenzen auf die Transkription von
12
Einleitung
Genen, die Aktivität von Phosphatasen und Kinasen. Neuere Befunde belegen
eine Aktivierung von Phospholipase C (PLC), Proteinkinase C (PKC), G-ProteinRezeptor-Kinasen (GRK's), Dynamin 1 und der Mitogen-aktivierten Proteinkinase
(MAPK). Diese Effektorsysteme spielen eine Rolle bei der Agonist-induzierten
Phosphorylierung der OR. Dies scheint der erste Schritt der Desensibilisierung
der OR zu sein, wenn auch nicht zwingend an die Inhibierung der AC gebunden.
Durch langanhaltende und wiederholte Stimulation mit Agonisten kommt es,
gesteuert durch Arrestine und GRKs, zu einer Internalisierung der OR durch
Endocytose. Man konnte nachweisen, dass eine Internalisierung von µ- und δRezeptoren sogar notwendig für deren Resensibilisierung ist. Ebenso führt eine
chronische Stimulation von OR zu deren "Down"-Regulation und zu einer MAPKvermittelten "Up"-Regulation der intrazellulären AC-Aktivität, welche ein Zeichen
von Abhängigkeit auf zellulärer Ebene darstellt.
Die Selektivität des Agonisten scheint ebenfalls eine wichtige Rolle dabei zu
spielen, welche Mechanismen ausgelöst werden. Chronische Morphingabe führt
in jedem Fall zu einer Desensibilisierung und "Down"-Regulation von µRezeptoren, induziert jedoch keine Internalisierung. Dies könnte eine Erklärung
für das enorm hohe Toleranzphänomen dieser Alkaloide sein.36
1.1.2.2.3. Biologische Wirkungen und Nebenwirkungen
Durch die Möglichkeit, jeden Opioidrezeptortyp individuell zu klonen und gezielt
in Zellsystemen zu exprimieren, als auch die Entwicklung neuer immer
selektiverer Liganden für jeden Subtyp, konnten gezielt für jeden Rezeptor
pharmakologische Wirkungsprofile erstellt werden.
13
Einleitung
µ-Rezeptor
Der µ-Rezeptor besitzt eine vorherrschende Stellung unter den OR in Bezug auf
die Schmerzunterdrückung. Diese Wirkkomponente von Opioiden wird hauptsächlich über diesen Rezeptor vermittelt. Danach reiht sich der κ-Rezeptor ein,
wobei der δ-Rezeptor eine eher untergeordnete Rolle hinsichtlich der analgetischen Potenz spielt. Im Gegensatz dazu werden über den µ-Rezeptor jedoch
auch die am meisten unerwünschten Wirkungen am stärksten vermittelt, wie
Atemdepression, Obstipation, Sucht und Abhängigkeit, was anhand von µRezeptor knockout-Mäusen gezeigt werden konnte.38
κ-Rezeptor
Durch Aktivierung von κ-Rezeptoren kann ebenfalls eine klinisch relevante
Analgesie vermittelt werden. Diese ist zwar nicht so ausgeprägt, wie sie bei der
Aktivierung von µ-Rezeptoren beobachtet werden kann, jedoch hält sich das
Ausmaß der unerwünschten Nebenwirkungen in Grenzen. Hauptsächlich werden
Sedierung und Diurese verursacht. Die schwerste Nebenwirkung, welche bislang
nicht unter Kontrolle gebracht werden konnte, ist die massive Auslösung von
Dysphorie,
psychischen
Störungen
wie
Halluzinationen
und
räumliche
Orientierungslosigkeit durch Aktivierung von κ-Rezeptoren im limbischen
System. Eine weitere Bedeutung kommt den ausschließlich peripher wirkenden
κ-Rezeptoragonisten zu, in Bezug auf deren periphere, antihyperalgetische und
antiinflammatorische Wirkkomponente.39
δ-Rezeptor
Teilweise wird einigen Liganden für den δ-Rezeptor analgetische Potenz nachgesagt. Sie ist jedoch noch schwächer ausgeprägt, als sie Liganden für den κRezeptor besitzen. Oftmals haben selektive δ-Rezeptoragonisten auch eine
agonistische µ-Komponente, über die der analgetische Effekt vermittelt wird. Im
Fall des δ-selektiven SNC-80 war der Metabolit BW373U86 (s. Abb. 6), eine µselektive Verbindung, für den vormals beobachteten analgetischen Effekt
verantwortlich. Sicher jedoch ist, dass δ-selektive Agonisten durch eine Art
14
Einleitung
"cross-talk" zwischen µ- und δ-Rezeptoren den analgetischen Effekt von µAgonisten verstärken können, auch wenn diese in subanalgetischen Dosen
verabreicht wurden. Im Übrigen existiert eine Reihe
CH3
von Hypothesen, die dem δ-Rezeptor eine Be-
N
N
O
sprechen, welche sich allerdings noch im ex-
N
H3C
teiligung an einer Vielzahl von Wirkungen zuperimentellen
H
Stadium
befinden
wie
z.B.
anti-
depressive, antikonvulsive Aktivität. Ebenso wird eine
OR
BW373U86 (R = H)
SNC-80 (R = CH3)
Abb. 6
Beteiligung von δ-Rezeptoren bei der Behandlung
von Entzugserscheinungen bei Alkoholkonsum nicht
ausgeschlossen.40
ORL1-Rezeptor
Über die Wirkungen dieses Rezeptors ist noch nicht viel bekannt, da es an
selektiven nicht-peptidischen Liganden fehlt. Auf supraspinaler Ebene kommt es
durch gezielte Applikation des endogenen Liganden Nociceptin zu einer pronozizeptiven Wirkung. Bei spinaler Applikation konnten antinozizeptive Effekte
beobachtet werden. Neben weiteren zentralen Effekten, wie der hemmende
Einfluss auf Belohnungsmechanismen bei Ethanol- oder Kokainkonsum von
Mäusen oder der Hemmung von Lernmechanismen bei räumlicher Orientierung,
scheint ein wichtiger Aspekt die Auslösung der Anxiolyse bei zentraler
Applikation von Nociceptin zu sein, die mindestens ebenbürtig der bei
Benzodiazepingabe zu sein scheint. Betrachtet man die vegetativen Effekte, so
werden vor allem Bradykardie, Hypotension und Diurese über diesen Rezeptor
ausgelöst.41
15
Einleitung
1.1.3.
Subtypspezifische Liganden
1.1.3.1. Endogene Liganden
Bis heute ist eine Vielzahl an endogenen peptidischen Liganden für das
endogene opioide System bekannt. Es wurden sowohl verschiedene opioide
Peptide identifiziert, die in zu erwartender Weise Einfluss auf die Hemmung von
Schmerzen nehmen, jedoch aber auch sogenannte anti-opioide Peptide, die
deren Wirkung wenn nicht antagonisieren, aber modulieren können. Zu ihnen
gehören bislang das Cholecystokinin (CCK), Neuropeptid FF (NPFF) und
Peptide der Melanocyte-inhibiting-factor-Familie (MIF). Die endogenen opioiden
Peptide werden in ihrer biosynthetischen Herkunft unterschieden. Es existieren
drei wichtige endogene Präkursoren, aus denen unter anderem die opioiden
Peptide mittels Proteasen und Konvertasen gespalten werden, das Proopiomelanocortin (POMC), das Proenkephalin A (PA) und das Prodynorphin
(PD), welches auch Proenkephalin B genannt wird.42 Zusätzlich ist das Präkursorprotein für das Nociceptin bekannt, welches Prepro-OFQ/N (ppOFQ/N)
genannt wird.41
Aminosäuresequenz
Präkursor
Peptid
POMC
β-Endorphin
Selektivität
µ=δ
PA
Met-Enkephalin
Leu-Enkephalin
Metorphamid
δ>µ
δ>µ
µ>>δ> κ
(NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Met(COOH)
(NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Leu(COOH)
(NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Met-Arg-Arg-Val(CONH2)
PD
Dynorphin A (1-17)
κ>>µ,δ
Dynorphin B (1-13)
κ>>µ,δ
α-Neoendorphin
κ>>µ,δ
(NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Leu-Arg-Arg-Ile-Arg-ProLys-Leu-Lys-Trp-Asp-Asn-Gln(COOH)
(NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Leu-Arg-Arg-Gln-PheLys-Val-Val-Thr(COOH)
(NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Leu-Arg-Lys-Tyr-ProLys(COOH)
ppOFQ/N
Nociceptin
ORL1
Proendomorphin*
Endomorphin-1
Endomorphin-2
µ
µ
Tab. 2 Übersicht Endogene Peptide aus 43
16
(NH2)Tyr-Gly-Gly-Phe-Met-Thr-Ser-Glu-LysSer-Gln-Thr-Pro-Leu-Val-Thr-Leu-Phe-Lys-AsnAla-Ile-Ile-Lys-Asn-Ala-Tyr-Lys-Lys-Gly-Glu
(COOH)
(NH2)Phe-Gly-Gly-Phe-Thr-Gly-Ala-Arg-LysSer-Ala-Arg-Lys-Leu-Ala-Asn-Gln(COOH)
(NH2)Tyr-Pro-Trp-Phe(CONH2)
(NH2)Tyr-Pro-Phe-Phe(CONH2)
* bisher nur postuliert
Einleitung
1.1.3.1.1. POMC-Gruppe
Das POMC-Gen wird hauptsächlich im Hypophysenvorderlappen und im ZNS
exprimiert. POMC wird von Neuronen im Nucleus arcuatus des Hypothalamus
und im Stammhirn (Nucleus tractus solitarius) synthetisiert. Es kann aber auch in
Immunzellen in entzündetem Gewebe exprimiert werden.
Unter Beteiligung der Proteinkonvertasen PC1 und PC2 wird im Mittelhirn und
ZNS das β-Endorphin (1-31) aus dem POMC abgespalten, welches dann weiter
in das β-Endorphin (1-27) (δ-Endorphin) oder das β-Endorphin (1-26) zerlegt
wird. Allen opioiden Peptiden der POMC-Gruppe gemeinsam ist die N-terminale
Met-Enkephalinsequenz.42
1.1.3.1.2. PA-Gruppe
PA wird hauptsächlich im Nebennierenmark und im ZNS gebildet. PA-bildende
Neuronen sind zahlreich und weit verbreitet. Man findet sie unter anderem im
Corpus striatum, im Cortex, Hippocampus, in thalamischen Nuclei, in der
Substantia grisea (zentrales Höhlengrau) und Cornu dorsale (Hinterhorn) des
Rückenmarks. Eine große Anzahl an opioiden Peptiden kann aus diesem
Präkursor abgespalten werden. Die wichtigsten sind Met- und Leu-Enkephaline,
ein Octapeptid: Met-Enkephalin-Arg-Gly-Leu, ein Heptapeptid: Met-EnkephalinArg-Phe und Metorphamid (Adrenorphin).42
1.1.3.1.3. PD-Gruppe
PD wird hauptsächlich in der Nebenniere, im ZNS und im Hypophysenvorderlappen biosynthetisiert. PD-synthetisierende Neuronen sind ähnlich häufig
und ähnlich weit verbreitet im ZNS wie die PA-bildenden Neuronen. In einigen
Neuronen in den Raphékernen oder im Hinterhorn des Rückenmarks werden
sogar beide Präkursoren gebildet. Die Hauptspaltprodukte aus PD sind
längerkettige Peptide, ausgenommen das Leu-Enkephalin, welches in der
Substantia nigra sogar zum Teil direkt aus PD hervorgehen kann: α-
17
Einleitung
Neoendorphin, β-Neoendorphin, Dynorphin (1-32), daraus abgeleitet die
Dynorphine A und B, welche sich weiter unterteilen lassen in Dynorphin A (1-17),
Dynorphin A (1-8), Dynorphin B (1-29), Dynorphin B (1-13). Gemeinsam in der
Struktur dieser Peptide ist die N-terminale Leu-Enkephalinsequenz.42
1.1.3.1.4. ppOFQ/N-Gruppe
Der ppOFQ/N-Präkursor wird größtenteils im Vorderhirn, Hypothalamus,
Amygdala, Hippocampus, Thalamus als auch in Vorder- und Hinterhorn des
Rückenmarks gebildet. Nociceptin, ein Heptadecapeptid, ist das bislang am
besten untersuchte Spaltprodukt. Weitere Spaltprodukte sind das Nocistatin,
über das noch wenig bekannt ist, aber möglicherweise analgetische Potenz
besitzt, die jedoch über einen bisher unbekannten Rezeptor vermittelt wird, oder
aber das Nociceptin-II (OFQ2/NocII), welches analog zu Dynorpin A und B direkt
nach Nociceptin im Präkursor lokalisiert ist. Nociceptin-II scheint nach zentraler
Applikation aktiv zu sein, und könnte physiologisch relevant sein.41
1.1.3.1.5. Pro-Endomorphin-Gruppe
Wenngleich die Endomorphine 1 und 2 bereits Mitte der Neunziger Jahre
entdeckt wurden, ist das Präkursorpeptid, aus dem sie gebildet werden, immer
noch nicht bekannt. Die Endomorphine sind kurze aus nur vier Aminosäuren
bestehende Oligopeptide, deren C-terminus amidiert ist. Man findet sie
hauptsächlich im Thalamus, Hypothalamus, Striatum und im vorderen Cortex. Es
sind die ersten endogenen Peptide, die entdeckt wurden, die eine Affinität zum µRezeptor im subnanomolaren Bereich aufweisen und eine 10000-fache
Selektivität gegenüber den δ- und κ-Rezeptoren aufweisen.44
18
Einleitung
1.1.3.2. Synthetische Liganden
1.1.3.2.1. µ-Rezeptor-Liganden
Da die analgetische Wirkung der Opioide hauptsächlich über µ-Rezeptoren
vermittelt wird, wurde auch auf dem Gebiet der µ-Rezeptor-Liganden am
nachhaltigsten und längsten geforscht, um neue wirksamere und nebenwirkungsärmere Substanzen zu synthetisieren. Die ersten Versuche führten zu
der Entwicklung von Heroin durch zweifache Acetylierung von Morphin.45 Abgeleitet vom Grundgerüst des Morphins wurden zahlreiche Verbindungen
synthetisiert, von denen auch heute noch einige klinische Relevanz besitzen (s.
Abb. 7), wie z.B. Hydromorphon (Dilaudid®), Oxycodon (Oxygesic®), Hydrocodon (Dicodid®), Buprenorphin (Temgesic®).
OR
H3C
OH
O
O
H3C
N
N
OH
O
O
Oxycodon
Hydromorphon (R=H)
Hydrocodon (R=CH3)
OH
O
N
OCH3
H
H3C
H3C
OH
CH3
CH3
Buprenorphin
Abb. 7 Vom Morphingrundgerüst abgeleitete Opioide
19
Einleitung
Lange wurde auch versucht Morphin totalsynthetisch herzustellen. Dabei stieß
man auf einfachere vom Morphingrundgerüst abgeleitete Strukturen, auf die
Morphinane und Benzomorphane. Als Hauptvertreter der Morphinangruppe seien
das Levorphanol, das Butorphanol und das Dextromethorphan genannt (s. Abb.
OH
OR
8), welches heute noch als
Antitussivum zum Einsatz
H3C
kommt (Wick MediNait®). Als
N
N
die analgetische Wirksam-
HO
keit von Levorphanol er-
Butorphanol
Levorphanol (R=H)
Dextromethorphan (R=CH3)
kannt wurde, führte dies zu
der Entdeckung, dass nicht
Abb. 8 Opioide mit Morphinangrundgerüst
das komplette Grundgerüst von Morphin essenziell für die analgetische Potenz
ist. Die Benzomorphane mit der Leitsubstanz Phenazocin werden im Kapitel über
κ-Rezeptor-Liganden näher besprochen.
Mit der Synthese von Pethidin46 gelang erstmals die Totalsynthese eines
vollsynthetischen Opioids. Ursprünglich war Pethidin als Spasmolytikum gedacht,
was an der strukturellen Ähnlichkeit zu Atropin leicht ersichtlich ist (s. Abb. 9).
H3C
N
H3C
H
O
Bei näherer Betrachtung
N
lässt sich jedoch auch bei
OH
den Opioiden der PethidinEtO
O
O
Atropin
Gruppe (4-Arylpiperidine)
die Morphinteilstruktur er-
Pethidin
Abb. 9 Strukturähnlichkeit zwischen Atropin und Pethidin
sehen. Der einzige Vertreter dieser Gruppe, der
noch klinische Anwendung besitzt, ist das Pethidin (Dolantin®) selbst. Obwohl
unzählige 4-Arylpiperidine synthetisiert wurden, konnte keine Substanz gefunden
werden, welche sich im Wirkprofil dem Morphin überlegen erwies.
Strukturelle Verwandtschaft mit den Opioiden der Pethidin-Gruppe weisen die
Substanzen der Methadongruppe auf, welche nach der ersten in die klinische
Praxis eingeführten Verbindung Methadon benannt wurde. Methadon ist ein
Racemat, von dem nur das L-Enantiomer (Levomethadon) signifikante
20
Einleitung
analgetische Potenz besitzt. Es zeichnet sich bei oraler Applikation durch eine
längere Wirksamkeit aus als Morphin und verfügt über ein milderes, wenn auch
länger anhaltendes Entzugssyndrom. Es wird demzufolge heute noch zur
Substitutionsbehandlung bei Opiatabhängigkeit eingesetzt (L-Polamidon®). Aus
dieser Gruppe an Verbindungen ging auch das Loperamid (Imodium®) hervor,
welches nicht ZNS-gängig ist und bis heute bei akuter Diarrhö verwendet wird.47
CH3
CH3
H3C
N
H3C
N
N
CH3
CH3
O
O
OH
Levomethadon
Loperamid
Abb. 10 Vertreter der Methadon-Gruppe
Die ersten Verbindungen, die keine exakte dem Morphingrundgerüst entsprechende Partialstruktur aufweisen, sind die Opioide der Fentanyl-Gruppe (4Anilidopriperidine). Durch eine Erweiterung mit einer 4-Anilidogruppe am
Piperidinring beträgt die Entfernung vom basischen Stickstoff zum aromatischen
Ring vier statt drei Atome. Zu dieser Gruppe gehören die am stärksten
wirksamen nicht-peptidischen Opioide, die selektiv für den µ-Rezeptor sind. So
ist z.B. Fentanyl (Durogesic®) ca. 100-200mal wirksamer als Morphin, Sufentanil
(Sufenta®) sogar bis zu 1000mal. Zusätzlich zur starken Analgesie dieser
Substanzen kommt auch eine starke Sedierungs-Komponente hinzu, weshalb
diese Verbindungen hauptsächlich zur Narkoseeinleitung und zur Analgesie bei
chirurgischen Eingriffen verwendet werden. Eine Besonderheit stellt das
Remifentanil (Ultiva®) dar, das aufgrund seiner Esterpartialstruktur schnell von
unspezifischen Esterasen im Blut gespalten wird, und demzufolge nur eine
Wirkdauer von einigen Minuten aufweist, da die freie Carbonsäure die Blut-HirnSchranke nicht mehr penetrieren kann.48
21
Einleitung
H
N
N
O
H3CO
O
H3CO
O
N
N
CH3
O
CH3
Remifentanil
Fentanyl
H3CO
N
N
S
CH3
O
Sufentanil
Abb. 11 Vertreter der Fentanyl-Gruppe
Eine besondere Stellung nimmt die Substanz Tramadol ein. Strukturell weist sie
zwar eine gewisse Ähnlichkeit zur Methadongruppe auf, besitzt sie ebenfalls eine
Morphinpartialstruktur. Sie gehört jedoch aus pharmakologischer Sicht nicht zu
den reinen Opioiden. Tramadol wirkt als Agonist selektiv am µ-Rezeptor,
verhindert aber auch eine Noradrenalin- und Serotoninwiederaufnahme auf
spinaler Ebene. Beide Effekte führen kombiniert zu einer ausgesprochen guten
Analgesie bei sehr geringem
Nebenwirkungspotential, wesOR
RO
halb Tramadol auch nicht als
Betäubungsmittel im Handel
H3C
H
OH
HO
H
CH3
N
N
CH3
CH3
(-)-(S,S)-Tramadol (R=CH3)
(-)-(S,S)-M1 (R=H)
(+)-(R,R)-Tramadol (R=CH3)
(+)-(R,R)-M1 (R=H)
ist. Tramadol (Tramal®) wird
als Racemat in der cis-Form
eingesetzt. Tramadol wird an
der phenolischen OH-Gruppe
im Körper demethyliert, wo-
Abb. 12 Tramadol und seine Metabolite
durch
man
es
mit
zwei
Enantiomerenpaaren zu tun hat. Alle Diastereomeren besitzen hohe Affinität zum
µ-Rezeptor bis auf das (-)-(R,R)-Tramadol. Jedoch ist (-)-(R,R)-Tramadol als
auch sein Desmethylmetabolit (-)-M1 (s. Abb. 12) hauptsächlich für die
22
Einleitung
Hemmung
der
Wiederaufnahme
von
Noradrenalin
und
Serotonin
ver-
antwortlich.47
Nachfolgend sind nochmals die verschiedenen Gruppen der µ-RezeptorLiganden und ihre strukturelle Verwandschaft zum Morphingrundgerüst dargestellt (s. Abb. 13).
OH
H3C
O
N
N
N
OH
Morphin
Morphinane
N
Benzomorphane
N
N
O
4-Arylpiperidine
(Pethidingruppe)
R
4-Anilidopiperidine
(Fentanylgruppe)
N
3,3-Diphenylpropylamine
(Methadongruppe)
Abb. 13 Strukturelle Ableitung der µ-Rezeptorliganden von Morphin
23
Einleitung
1.1.3.2.2. δ-Rezeptor-Liganden
Der erste selektive nicht-peptidische Ligand, welcher für den δ-Rezeptor
synthetisiert wurde, ist das Naltrindol (NTI), das von Portoghese unter Anwendung des Message-AddressConcept (MAC) auf Leu-Enkephalin
O
NH2
H
N
O
O
entwickelt
selbst wurde ursprünglich von
O
Schwyzer postuliert50 und beruht
X
auf der Annahme, dass es für
Leu-Enkephalin (X=Leu)
Met-Enkephalin (X=Met)
OH
Modell,
wurde (s. Abb. 14).49 Das MAC
H
N
N
H
als
δ-Address
Liganden einer Rezeptorklasse,
wie
den
OR,
ein
Strukturmerkmal
Opioid-Message
typisches
gibt,
welches
diese Klasse erkennen (MesN
sage)
OH
kann.
Darüber
hinaus
determinieren spezielle Strukturelemente (Address) die Affinität
N
H
dieser
O
Liganden
für
den
je-
weiligen Subtyp. Ausgehend von
OH
NTI, welches sich als potenter δ-
Naltrindol (NTI)
Abb. 14 Ableitung von NTI von X-Enkephalin
Rezeptor-Antagonist
hatte,
wurden
erwiesen
weitere
noch
selektivere Substanzen mit noch höherer Affinität synthetisiert, allesamt
Antagonisten, welche jedoch bislang keinen klinischen Nutzen haben. Zu nennen
wären Naltriben (NTB), Naltrindol-5'-isothiocyanat (5'NTII) und 7-Benzylidennaltrexon (BNTX), welche sich als gute Hilfssubstanzen bei der pharmakologischen Charakterisierung des δ-Rezeptors erwiesen haben. Ausgehend von
diesen
Substanzen
wurden
durch
Struktur-Wirkungs-Beziehungen
(SAR)
selektive δ-Rezeptoragonisten vom Spiroindanyl-oxymorphon- (SIOM) und
Perhydroisochinolintyp ((-)-TAN67) entwickelt, welche mit subnanomolarer
Affinität binden. Interessant sind auch die Diphenylmethylpiperazinderivate
24
Einleitung
SNC80 und BW373U86, welche mit nanomolarer Affinität zum δ-Rezeptor
binden. Letzteres besitzt jedoch auch eine ausgeprägte Affinität zum µ-Rezeptor
und stellt ebenfalls einen Metaboliten von SNC80 dar, worauf die Beurteilung
hinsichtlich ihrer analgetischen Aktivität schwer fällt. Aufgrund des Wirkprofils
von δ-Agonisten werden mittlerweile auch Liganden mit µ-/δ-Selektivität
entwickelt (DPI-3290).2,51,52
N
CH3
H3C
OH
H
N
N
O
O
OH
OH
SIOM
(-)-TAN67
R
CH3
3
N
N
R
2
O
N
H3C
H
O
R
1
(+/-)-BW373U86 (R1=H; R2,R3=C2H5)
(+)-SNC-80 (R1=CH3; R2,R3=C2H5)
DPI-3290 (R1=H; R2=3-F-Phenyl; R3=CH3)
Abb. 15 δ-Rezeptor-Agonisten
1.1.3.2.3. ORL1-Rezeptorliganden
Bislang sind noch wenige selektive, nicht-peptidische ORL1-Rezeptorliganden
bekannt. Die wenigen, die bekannt sind, gehören hauptsächlich zwei Gruppen
an, den 4-Benzimidazopiperidinen und den 4-Spiropiperidinen. Zusätzlich gibt es
einige interessante Verbindungen, aus der Gruppe der Arylpiperidine, S1 und S2
bezeichnet, welche mit nieder- bis subnanomolarer Affinität als Agonisten am
ORL1-Rezeptor binden. Der ORL1-Agonist mit der höchsten Selektivität und
25
Einleitung
Affinität ist bis heute das Ro 64-6198, das zur Gruppe der 4-Spiropiperidine
zählt. Es bindet mit Ki=0.39nM am ORL1-Rezeptor und ist um den Faktor 100200 selektiver gegenüber µ- und κ-Rezeptoren, zum δ-Rezeptor sogar um den
Faktor 4000. Der bislang beste Antagonist am ORL1-Rezeptor, das J-113397 ist
gleichzeitig die allererste selektive, nicht-peptidische Verbindung, die für diesen
Rezeptor entdeckt wurde, und gehört zur Gruppe der 4-Benzimidazopiperidine.
Ob diese Verbindungen klinische Relevanz besitzen, ist derzeit noch unklar,
Ro 64-6198 ist jedoch ein hoffnungsvoller Kandidat der als Anxiolytikum in
Augenhöhe mit den Benzodiazepinen steht.53 Unser Arbeitskreis beschäftigt sich
ebenfalls seit geraumer Zeit mit der Synthese neuer selektiver Liganden für den
ORL1-Rezeptor auf der Basis von 4-Spiro-1-aryl-2,6-dialkyl-piperidinen.
CH3
H
N
N
N
O
N
O
N
HO
R
HO
N
R
1
N
R
2
1
H
Ro 64-6198
J-113397
S1 (R1=H; R2=H)
S2 (R1=Cl; R2=CH2NH2)
Abb. 16 ORL1-Rezeptor-Liganden
1.1.3.2.4. κ-Rezeptor-Liganden
Die Vertreter der Benzomorphane waren die ersten bekannten selektiven
Agonisten am κ-Rezeptor, allen voran das Ketocyclazocin, welches zugleich der
Namensgeber für diesen Opioidrezeptor war.13 Einige Substanzen dieser Gruppe
wie das Pentazocin und Dezocin waren jedoch nicht selektiv genug, agierten sie
doch ebenfalls als partielle Agonisten am µ-Rezeptor. Mit der Entdeckung des κAgonisten U-50488,54 ein Arylacetamid, das in Bezug auf Rezeptorselektivität
26
Einleitung
und -affinität neue Maßstäbe setzte, wurde eine Unzahl an Verbindungen dieses
Typs synthetisiert.39 Hervorzuheben ist das ICI-199441, welches eine subnanomolare Affinität zum κ-Rezeptor bei ca. 1000-facher Selektivität gegenüber
µ- und δ-Rezeptoren aufweist.55 Da immer selektivere κ-Agonisten ihr eigenes
Nebenwirkungsprofil
zu
erkennen
gaben,
wurde
versucht
Substanzen
herzustellen, welche ausschließlich peripher agieren sollten. Neben früheren
Vertretern wie Asimadolin oder Fedotozin, welches jedoch nicht zur Gruppe der
Arylacetamide gehört, wurden erst kürzlich neue peripher wirkende 1H-2,3,6,7Tetrahydroazepin-2-one synthetisiert, welche sich von ICI-199441 ableiten.55
Eine ebenfalls interessante Struktur ließ sich erst kürzlich aus Salvia divinorum
(Lamiaceae) isolieren, das Salvinorin A.56 Es ist der erste und einzige κ-Agonist,
der keinen Stickstoff im Molekül trägt. Klinische Relevanz besitzt bisher nur das
TRK-820 (Nalfurafin), nachdem sich Fedotozin in klinischen Studien nicht
bewähren konnte.57 Nalfurafin ist ein Morphinanderivat, welches sich von Norbinaltorphimin, einem selektiven κ-Antagonist, ableitet, das ursprünglich von
Portoghese gemäß dem MAC entwickelt wurde.58 Nalfurafin ist zur Behandlung
von Pruritus indiziert und wird 2005 am Markt erwartet.59 Strukturell ungewöhnlich ist die N-Cyclopropylkette, welche normalerweise einen Antagonisten
auszeichnet. Eine viel versprechende Substanzklasse sind zweifellos auch die
1,4-Benzodiazepine. Es existiert eine Reihe von Verbindungen dieses Typs mit
nanomolarer Affinität zum κ-Rezeptor, die sich von Tifluadom herleiten.60
Eine neue und strukturell völlig andere Klasse an selektiven κ-RezeptorLiganden sind die 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredieester, die im Zusammenhang mit ihrer analgetischen Wirksamkeit
erstmals
von
Holzgrabe
und
Mitarbeitern
entdeckt
wurden.61,62
Der
Hauptvertreter dieser Verbindungsklasse ist das HZ2, welches mit sehr hoher
Affinität und Selektivität am κ-Rezeptor als Agonist bindet. HZ2 wurde ausführlich
hinsichtlich der Stereochemie und des pharmakologischen Wirkprofils beschrieben.63 Die Substanz besitzt eine gute orale Bioverfügbarkeit und eine
geringe Plasmaproteinbindung von ca. 20% und zeichnet sich durch eine
ungewöhnlich lange Wirkdauer von bis zu 7h nach i.v. Applikation aus.
27
Einleitung
Cl
O
Cl
N
CH3
N
Cl
O
Cl
N
N
Cl
N
N
CH3
U-50488
Cl
O
ICI-199441
1H-2,3,6,7-Tetrahydroazepin-2-on
O
HO
N
O
O
CH3
N
CH3
N
CH3
H3C
OCH3
OCH3
CH3
N
HO
H
CH3
O
OCH3
H3CO
Fedotozin
OH
H
CH3
O
Asimadolin
O
O
Salvinorin A
N
N
OH
O
N
N
H
O
O
HO
OH
O
CH3
O
OH
Norbinaltorphimin
Nalfurafin
O
H3C
N
H
N
O
S
H3COOC
N
F
Tifluadom
Abb. 17 Selektive κ-Rezeptor-Liganden
28
COOCH3
N
H3C
N
N
HZ2
N
CH3
O
O
Einleitung
Wie jedoch bei allen ZNS-gängigen κ-Agonisten üblich, verursacht HZ2 ebenfalls
Diurese und eine ungewöhnlich ausgeprägte, dosisunabhängige Emesis.
Aufgrund der hohen Rigidität des Diazabicyclus' und der hohen Affinität von HZ2
zum κ-Rezeptor eignen sich die Diazabicyclononanone als Modellsubstanzen zur
Untersuchung von Struktur-Wirkungs-Beziehungen von κ-Rezeptor-Liganden.
Durch Konformationsanalyse von verschiedenen Arylacetamiden und Diazabicyclononanonen konnte ein Pharmakophormodell für diese Substanzklassen
postuliert werden. Für die aktive Konformation
O
N
H3C
R
4
+
N
7
N
2
der bicyclischen Verbindungen (s. Abb. 18) gilt
H
9
R
CH3
N
demnach, dass das bicyclische Ringsystem in
einer Sessel-Wanne Konformation vorliegt, und
der protonierte Stickstoff N7-H parallel zur
3
Carbonylgruppe an C9 ausgerichtet ist und das
R=COOCH3
Abb. 18 Aktive Konformation von HZ2
gesamte System in Verbindung zu einem
aromatischen Ring steht. Ein zweiter Aromat
im Abstand von 8Å (gemessen zwischen den Mittelpunkten) zum Ersten scheint
die Affinität zum κ-Rezeptor zu erhöhen.64 Augenscheinlich bieten Verbindungen
vom Typ des HZ2 eine Vielzahl an Möglichkeiten zu strukturellen Modifikationen.
Innerhalb unseres Arbeitskreises wurden sowohl Variationen der Substituenten
an N3, N7 und der Aromaten an Position 2 und 4 durchgeführt als auch
quarternäre Verbindungen durch N7-Alkylierung synthetisiert.65,66,67,68 Bis auf das
m-F-Phenyl-substituierte Analogon (3FLB) von HZ2, welches mit ähnlich guter
Affinität bindet, waren alle bislang synthetisierten Derivate inaktiv.
29
Einleitung
1.2.
Katalysatoren
Definition:
Katalysatoren sind Stoffe, welche die Aktivierungsenergie einer chemischen
Reaktion absenken, so dass diese kleiner ist als bei der unkatalysierten
Reaktion. Der Katalysator wird in substöchiometrischen Mengen eingesetzt und
bindet Reaktanden oder Substrate, ermöglicht deren chemische Reaktion und
geht unverändert daraus wieder hervor. In der Regel verändern Katalysatoren
lediglich die Geschwindigkeit einer chemischen Reaktion nicht jedoch ihren
Gleichgewichtszustand.69
Man unterscheidet Katalysatoren hinsichtlich ihres Aggregatzustandes in
homogene und heterogene Katalysatoren. Homogene Katalysatoren besitzen
den gleichen Aggregatzustand wie das Reaktionsmedium der chemischen
Reaktion
(lösliche
Komplexe),
heterogene
Katalysatoren
einen
anderen
(Palladium auf Kohle).69
1.2.1.
Bispidon-Übergangsmetall-Komplexe
9-Oxo-2,4-di-(2-pyridyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäureester, im
Folgenden als Bispidone bezeichnet, bilden mit sechsfach-koordinierenden
Übergangsmetallen
stabile
Chelatkomplexe
der
allgemeinen
Formel
[M(L)(X)(Y)]n+, wobei M das Metallion, L den Bispidonligand, und X und Y
Koliganden bezeichnen.70 Die Geometrie dieser Chelate entspricht der eines
Oktaeders mit dem Metallion als Zentralatom. Beide Koliganden und die DonorStickstoffe N3 und N7 bilden zusammen mit dem Zentralatom eine Ebene, wobei
die Achse, welche aus beiden Donor-Pyridinstickstoffen und Zentralatom gebildet
wird, leicht verzerrt ist. Auffallend hierbei sind die Bindungslängen der
Koliganden. Während die Bindung M-X, welche trans zu N7 steht länger und
damit stärker ist, als die Bindung M-Y, welche trans zu N3 steht.
Fünffach-koordinierende Metallatome bilden Chelate der allgemeinen Formel
[M(L)(X)]n+, welche eine quadratisch-pyramidale Geometrie bevorzugen. Dabei
30
Einleitung
bildet der Donor-Stickstoff N7 die Spitze der Pyramide, beide Donor-Pyridinstickstoffe, Donorstickstoff N3, Koligand X und das Zentralatom die Ebene (s.
Abb. 19).71,72
7
3
3
N
N
Py
7
N
Py
N
Py
Py
M
M
X
n+
Chelatkomplex [M(L)(X)] mit
quadratisch-pyramidaler Geometrie
X
Y
n+
Chelatkomplex [M(L)(X)(Y)]
mit oktaedrischer Geometrie
Abb. 19 Geometrie der Bispidon-Chelat-Komplexe
Das Bispidon-Grundgerüst ist derart rigide, dass zur Organisation dieser Chelate
nur um die Bindungen C2-N3 und C4-N3 rotiert werden kann und damit o.g.
Geometrien bevorzugt werden. Die oktaedrische Geometrie konnte erstmals
experimentell bei Kobalt(II)-Bispidon-Komplexen durch Röntgenstrukturanalyse
belegt werden.73 Zahlreiche weitere Bispidon-Übergangsmetall-Komplexe mit
Cu(I), Cu(II), Fe(II), Mn(II), Co(II), Zn(II), Cr(III) als Zentralatome wurden
synthetisiert und deren Geometrie ebenfalls mittels Röntgenstrukturanalyse
belegt.71,73,74,75,76, 77,78
1.2.2.
Bispidon-Übergangsmetall-Komplexe als Katalysatoren
Die Aktivierung von molekularem Sauerstoff durch Biokatalysatoren spielt in der
Natur eine große Rolle. Zum einen können Kupfer- oder Eisen-haltige Proteine
Sauerstoff reversibel binden, um ihn dadurch ins benötigte Gewebe zu
transportieren.77,79 Als Beispiele hierfür können Hämoglobin, Myoglobin oder
Hämocyanin genannt werden. Zum anderen sind derartige Proteine in der Lage
molekularen Sauerstoff dadurch zu aktivieren, dass Elektronen vom reduzierten
Metallkation auf den Sauerstoff übertragen werden. Dazu zählen Tyrosinase,
Catecholdioxygenase oder Cytochrom P450.77,79 Es gibt eine Vielzahl an unter-
31
Einleitung
schiedlichen Bindungsmodellen für die Bindung von Sauerstoff an komplexierte
Übergangsmetalle. Mono-, di-, tri-, und sogar tetranukleare Metallkomplexe sind
denkbar. Hämocyanin und Tyrosinase besitzen zwei Kupfer(I)-Zentren zwischen
denen Sauerstoff in einem [Cu2(µ-η2:η2-O2)]2+-Komplex (s. Abb. 20 (1) nach79)
His
His
O
His Cu Cu His
O
His
His
(1)
[Cu2
(µ-η2:η2-O
2+
2)]
O
Cu
Cu
O
Cu
O
O
Cu
(2)
(3)
[Cu2(µ-O)2]2+
[Cu2(µ-O)2]2+
Abb. 20 Komplexierungsvarianten von Sauerstoff zwischen
dinuklearen Kupferzentren
gebunden wird. Verschiedene Modelle mit synthetischen Komplexliganden
zeigen auf, dass andere Bindungsmodelle von Sauerstoff möglich und relevant
sein können. Durch Bindung von Sauerstoff an Bispidon-Kupfer(I)-Komplexe
konnten
End-on-(µ-peroxo)-Kupfer(II)-Komplexe
[{Cu(L)}2(µ-O2)]
2+
der
allgemeinen
Formel
(s. Abb. 20 (3)) synthetisiert werden. Basierend auf "Molecular-
Mechanics"-Berechnungen mittels MOMEC® konnte ein Modell der stabilsten
Konformation ermittelt werden, bei welchem die Cu-O-Bindung trans zur Cu-N7Bindung bei quadratisch-pyramidaler Geometrie der [Cu(L)]-Fragmente ausgerichtet ist.77
Im Fall von Eisen(III) als Zentralatom konnte durch DFT-Berechnungen eines
Komplexes der Formel [Fe(η2-O2)(L)]+ eine siebenfach-koordinierende Geometrie
als stabilste Konformation ermittelt werden. Die Besonderheit des Liganden L
hierbei ist ein weiterer Picolylsubstituent (Pic) an N3 oder N7, welcher als Donor
fungiert. Im Fall von [Fe(η2-O2)(L-N3-Pic)]+ ist die Peroxogruppe coplanar zur
Ebene, gebildet aus den beiden Donor-Pyridinstickstoffen, dem Donorstickstoff
N3 und dem zentralen Fe(III)-Zentrum, angeordnet. Das [Fe(L-N3-Pic)]-Fragment
besitzt hierbei quadratisch-pyramidale Geometrie mit N3 als Spitze. Die
Peroxogruppe im [Fe(η2-O2)(L-N7-Pic)]+-Komplex hingegen ist coplanar zur
Ebene aus Eisen(III) und den Donorstickstoffen N3 und N7 ausgerichtet, wobei
das [Fe(L-N7-Pic)]-Fragment ebenfalls in quadratisch-pyramidaler Geometrie mit
N7 als Spitze vorliegt. Ein wesentlicher Unterschied dieser beiden Komplexe
32
Einleitung
besteht bezüglich der Fe-O-Bindung, die beim [Fe(η2-O2)(L-N3-Pic)]+-Komplex
wesentlich stärker zu sein scheint und damit die O-O-Bindung abschwächt, was
bei der Übertragung von Sauerstoff auf das Zielmolekül nützlich sein könnte. Da
es aber zu diesen Komplexen noch keine Röntgenstrukturdaten gibt, ist der
genaue Mechanismus von Oxidationsreaktionen mit Bispidon-ÜbergangsmetallKomplexen als Katalysatoren weiterhin noch unklar.72,78
1.2.3.
Wie
Anwendung von Bispidon-Übergangsmetall-Komplexen
bereits
angedeutet,
könnten
Bispidon-Übergangsmetallkomplexe
als
Sauerstoffcarrier oder als Katalysatoren bei Oxidationsreaktionen eingesetzt
werden.79,80 Katalysatoren dieser Art könnten eine Rolle bei der kontrollierten,
selektiven Oxidation von petrochemischen Rohstoffen spielen, oder sich generell
als nützlich in Bezug auf Oxidationen unter milden Bedingungen in der
organischen Synthese erweisen.81 Eine spezielle Art der Anwendung könnte
darin bestehen, derartige Katalysatoren bei der oxidativen Bleichung von
Textilien einzusetzen. Kleine Mengen dieser Katalysatoren könnten die sonst
üblichen großen Zusätze an Wasserstoffperoxid, Natriumpercarbonat oder
Natriumperborat ersetzen.82,83
33
Einleitung
2.
Zielsetzung und Motivation
2.1.
Opioidliganden
Übergeordnetes Ziel dieser Arbeit war die Synthese von hydrophilen und
potenten κ-Rezeptor-Liganden mit agonistischer Aktivität, welche bevorzugt
peripher wirken sollten, auf der Basis der 3,7-Diazabicyclo[3.3.1]nonanGrundstruktur. Als Leitsubstanzen wurden die bislang aktivsten Vertreter dieser
Klasse, das HZ2 und das 3FLB, herangezogen. Die bisher durchgeführten
Strukturvariationen
zeigen,
dass
selbst
geringe
Veränderungen
der
Substituenten von N3, N7 und der Carbonsäureester hin zu größeren Resten als
einer Methylgruppe eine deutliche Reduktion der Aktivität zur Folge haben. Aus
diesen Gründen sollten hydrophilere Verbindungen mit kleineren Substituenten
an N3 und/oder N7 synthetisiert werden. Zur Steigerung der Hydrophilie sollte
die Aceton-1,3-dicarbonsäurediester-Partialstrukur vollständig zum dreifachen
Alkohol oder teilweise zum sekundären Monoalkohol reduziert werden, um damit
nicht ZNS-gängige Substanzen zu erhalten. Andererseits waren auch Verbindungen mit freien Carbonsäuren an Position 1 und 5 von Interesse.
R
N
6
RO
8
7
O
O
Austausch durch
kleinere Reste
2
O
9
5
OR
1
Vollständige/teilweise
Reduktion zum dreifachen
Alkohol/sekundären
Monoalkohol an C9
3
Ar
4
N
R
2
Ar
1
Einführung von freien
Carbonsäuren
Ar: 2-Pyridyl, m-F-Phenyl
Abb. 21 Strukturvariationen der Leitstruktur
Durch Einführung eines Substituenten auf Diarylmethylbasis, der in hochaffinen
δ-Rezeptoragonisten gemäß dem Message-Adress-Concept als δ-Adresse vor-
34
Einleitung
liegt, sollten Verbindungen mit einer gemischten Affinität zum κ- als auch δOpioidrezeptor synthetisiert werden.
Die synthetisierten Verbindungen sollten hinsichtlich ihrer pharmakologischen
Aktivität von der Firma Grünenthal GmbH (Aachen) charakterisiert werden.
Da diese Strukturvariationen zur Vereinfachung der Leitverbindungen beitragen,
sollten Rückschlüsse im Hinblick auf essenzielle Partialstrukturen gezogen
werden, um ggf. das Pharmakophormodell von κ-Rezeptor-Liganden dieses Typs
zu erweitern.
2.2.
Katalysatorliganden
Ziel dieser Arbeit war es, den Synthesespielraum der Bispidonliganden
auszuloten (s. Abb. 22), um diese für die Bildung von Komplexen bereitzustellen,
die z.B. im Waschmittelbereich eingesetzt werden könnten. Dazu sollten vor
allem an den Donorstickstoffen N3 und N7 sterisch anspruchsvolle, lipophile
Aryl- oder unsubstituierte Alkylketten mit einer Kettenlänge bis zu C18 eingeführt
werden. Einer der Donorstickstoffe sollte jedoch durch eine Picolylgruppe besetzt
sein. In Kombination damit sollte die Aceton-1,3-dicarbonsäureesterstruktur
vollständig oder teilweise zum dreifachen Alkohol oder zum C9-Monoalkohol
entsprechend reduziert werden. Die Alkoholfunktionalitäten sollten in weiteren
Schritten mittels kurz- bis langkettiger Carbonsäuren (C1-C10) verestert werden.
R
N
6
Einführung von langen,
aliphatischen Alkylketten (C8-C18) oder
Aryl-substituierten Alkylresten an R1 mit Picolylrest an R2 oder umgekehrt.
8
7
O
O
RO
2
O
9
5
OR
1
3
Ar
4
N
R
2
Ar
1
Vollständige/teilweise Reduktion
zum dreifachen Alkohol/sekundären
Monoalkohol an C9 und Acylierung
mit langkettigen, aliphatischen
(C1-C10) Carbonsäuren.
Einführung langkettiger (C7-C8)
Carbonsäureester.
Ar: 2-Pyridyl
Abb. 22 Geplante Strukturvariationen am Bispidon-Grundgerüst
35
Einleitung
Weiterhin sollten Position 1 und 5 des Bispidongerüstes zu langkettigen,
aliphatischen Carbonsäurealkylester (C7-C8) umgeestert werden.
Die synthetisierten Verbindungen wurden hauptsächlich als Eisen-(II)-Chelatkomplexe hinsichtlich ihrer katalytischen Aktivität getestet. Aus Gründen der Vertraulichkeit können die Ergebnisse in dieser Arbeit nicht vorgestellt werden.
36
Allgemeiner Teil
3.
Allgemeiner Teil
3.1.
Die Mannich-Reaktion
Definition:
Unter dem Begriff "Mannich-Reaktion" versteht man im allgemeinen die
Kondensation von einem Äquivalent einer CH-aciden Verbindung mit einem
Äquivalent Aldehyd und einem Äquivalent eines primären oder sekundären
Amins oder Ammoniak. Wird als Aldehydkomponente Formaldehyd eingesetzt,
so wird diese Form der Mannich-Reaktion auch α-Aminomethylierung genannt.
Üblicherweise werden die drei Komponenten mit oder ohne Lösungsmittel
zwischen 0°C und 100°C bei definiertem pH-Wert umgesetzt. Die entstehenden
Kondensationsprodukte werden als "Mannich-Basen" bezeichnet, die beiden
Reaktionspartner der Aldehydkomponente als "acide Komponente" und "AminKomponente".84
Ursprünglich basiert diese Art der Kondensation auf der Arbeit von PetrenkoKritschenko85, der die Kondensation von Acetondicarbonsäureestern mit aromatischen Aldehyden und Ammoniak zu 4-Piperidonen untersuchte. Mannich
erweiterte diese Reaktion auf aliphatische Aldehyde und substituierte Amine,
weshalb die Reaktion auch als Mannich-Reaktion bekannt ist.86
Der
Reaktionsmechanismus
der
Mannich-Reaktion
ist
abhängig
vom
Reaktionsmedium, dessen pH-Wert und der Nucleophilie der aciden und der
Amin-Komponente (s. Abb. 23). Hauptsächlich verläuft der Mechanismus über
Weg A (a1) unter Bildung eines N-Hydroxymethyl-Derivats. Im sauren Milieu wird
nach a2 ein Äquivalent Wasser abgespalten und es bildet sich ein mesomeriestabilisiertes Iminium-Kation, dessen Bildung als geschwindigkeitsbestimmender
Schritt angesehen wird.84 Dieses wird im Sinn einer SN2-Reaktion nucleophil von
der aciden Komponente angegriffen, wobei nach Abspaltung eines Protons die
Mannich-Base entsteht (a4).
37
Allgemeiner Teil
H
R
1
H
+
O
+
H
H
Weg B
+
H2 C
+R
1
H
/- H
R
+
R
1
+
R
HO CH2 R
b2
R
2
R
3
1
1
a2
+
R
2
H2C
+
R
2
R
3
/-H2O
R
2
R
3
+
+ H /-H2O
a5
R
3
3
N
2
+R
1
H
+
R
R
2
R
3
N CH2 N
a3
3
H2 C
R
1
R CH2 N
2
2
N
R
N
HO CH2 N
/- H
N
b4
1
R
R
R CH2 R
3
a1
+ H /-H2O
+H
b3
R
+ H
1
+
2
Weg A
b1
H2C
R
N
/- H
+R
1
R
2
R
3
+
H
/- H
R
2
R
3
N
1
3
a4
R CH2 N
Mannichbase
Mannichbase
Abb. 23 Reaktionsmechanismus der Mannich-Reaktion
Im neutralen bis basischen Bereich kommt es zur Ausbildung von Methylen-bisaminen nach a3, welche eine verminderte Reaktivität gegenüber dem
nucleophilen Angriff der aciden Komponente aufweisen, jedoch z.B. mit EnolatIonen unter Abspaltung eines Äquivalents Amin ebenfalls zur Mannich-Base
reagieren können (a5).
Ist jedoch die acide Komponente nucleophiler als die Amin-Komponente, verläuft
die Reaktion über Weg B (b1) im Sinne einer Knoevennagel-Reaktion. Um nach
b2 weiter reagieren zu können, muss zur Ausbildung eines resonanzstabilisierten
Carbokations ein Äquivalent Wasser abgespalten werden können. Dies ist
jedoch von der Struktur der aciden Komponente abhängig. Das Carbokation wird
nun entweder von der Amin-Komponente oder erneut von der aciden
Komponente nucleophil angegriffen und es entsteht die Methylen-bis-(R1)Verbindung nach b3 oder die Mannichbase nach b4, was aufgrund der höheren
Nucleophilie der aciden Komponente weniger wahrscheinlich aber nicht ausgeschlossen ist.87
Zusammenfassend lässt sich feststellen, dass zur erfolgreichen Durchführung
der Mannich-Reaktion die Amin-Komponente stärker nucleophil sein muss, als
die acide Komponente und der pH-Wert des Reaktionsmediums derart gewählt
werden muss, dass genügend Protonen zur Ausbildung des Iminium-Kations
38
Allgemeiner Teil
vorhanden sind, sofern diese nicht durch die acide Komponente bereitgestellt
werden können. Der pH-Wert sollte jedoch wiederum nicht zu sauer sein, um
nicht die Nucleophilie der aciden Komponente zu beseitigen.
3.2.
Synthese der Zielverbindungen
Der vollständige Syntheseplan zum Erhalt der Zielverbindungen ist in Abb. 24
schematisch wiedergegeben. Die Strukturformeln der einzelnen Verbindungen
sind im Anhang (s. 7.1) aufgelistet. Die Reaktionsbedingungen a-h, ebenso alle
analytischen und spektroskopischen Daten sind dem Experimentellen Teil zu
entnehmen. Alle
1
H- und
13
C-NMR-Spektren wurden gemäß den gängigen
Lehrbüchern analysiert und ausgewertet.88,89,90
39
Allgemeiner Teil
O
O
O
OR'
R'O
O
+ 2R'OH / - 2MeOH
a
H3CO
180°C
0°C; MeOH
50°C; THF/Aceton
NaBH4/MeOH; THF
H2; Pd/C; MeOH
H2; Pd/C; EtOAc
Na(CN)BH3; HCl; MEOH
DBU; CHCl3 (abs.)
OR
N
Ar
R
N
F
2
R
R=CH3
N
R
R=CH3
Ar
OCH3
2
N
OH
R
OH
N
N
O
O
OH
N
N
1
+ R-Cl / - HCl
R=H3C(CH2)nCO(n=0,2,8)
h
R
HO
2
OR
OCH3
N
R
Ar
1
70-76 (s. 6.9)
F
F
63-65 (s. 6.7.2)
F
F
26 (s. 6.6.2)
R1 und/oder
R2=H
Abb. 24 Syntheseplan der Zielverbindungen
40
O
H3CO
Ar
CH3
Ar
1
66-69 (s. 6.8)
CH3
O
O
N
Ar
1
R=Benzyl
R1=R2=CH3
f
O
H3CO
HZ2, 3FLB (s. 6.2),
21-25, 27-55 (s. 6.6.1)
R1 und/oder
R2=Benzyl
OH
O
g
OR
Ar
Ar
HO
O
RO
1
2
N
O
O
d
56-62 (s. 6.7.1)
R
od.
N
OH
R
N
+ 2HCHO
c + H2N-R2
- 2H2O
R
HO
e
Ar:
Ar
1
PyA, 3FLA (s. 6.2),
4-20 (s. 6.5)
2
OH
R
O
RO
N
Ar
OEt
ADS-Et
+ 2Ar-CHO
+ H2N-R1
- 2H2O
OH
O
O
O
EtO
ADS-Me
b
R
O
OCH3
1-3 (s. 6.4)
a:
b:
c:
d:
e:
f :
g:
h:
O
O
Allgemeiner Teil
3.2.1.
Synthese der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3
Ausgangspunkt der Synthese ist der kommerziell erhältliche Aceton-1,3dicarbonsäuredimethylester ADS-Me, anhand dessen die höher substituierten
ADS-R' (1-3) nach einer Vorschrift von Paul und Polyczynski91 (s. 6.4) durch
Umesterung bei 180°C von einem Äquivalent ADS-Me ohne Lösungsmittel mit
zwei Äquivalenten des entsprechenden Alkohols R'-OH hergestellt werden (s.
Abb. 24a). Die Verschiebung dieser Gleichgewichtsreaktion auf die Produktseite
erfolgt durch das sukzessive Abdestillieren des bei der Reaktion entstehenden
Methanols. Da es sich bei den eingesetzten Alkoholen um Benzylalkohol oder
Heptan- und Octanol handelt, sind die Reaktionsprodukte, welche als zähe Öle
entstehen und noch mit den Edukt-Alkoholen verunreinigt sind, nicht mittels
Destillation
zu
reinigen.
Vielmehr
werden die Reaktionsprodukte durch
Zugabe von CuSO4 in ihre dimeren
Chelatkomplexe überführt, die sich
durch
mehrfaches
Umkristallisieren
reinigen lassen. Abb. 25 zeigt schematisch die Struktur eines [(ADS-Me)2Abb. 25 Nicht-optimierte 3D-Struktur des dimeren [(ADS-Me)2Cu(II)]2+-Chelatkomplexes
Cu(II)]2+-Komplexes. Der Komplex wird
in Diethylether gelöst und durch Zu-
gabe von 2.5M H2SO4 zerstört, wobei sich die gewünschten ADS-R' in der
Etherphase anreichern und durch Abdestillieren des Lösungsmittels einfach
zugänglich sind. Da es sich bei den ADS-R' um β-Keto-Carbonsäureester mit αständigen H-Atomen handelt, können diese, hervorgerufen durch eine Keto-EnolTautomerie, in zwei Isomeren vorliegen. Verbindung 1, der Di-benzylester liegt
zu 100% als Keton vor, Verbindungen 2 und 3 jedoch als Tautomerengemische
im Verhältnis Keton:Enol ≈ 75:25. Abb. 26 zeigt das 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 3, woraus das Isomerenverhältnis hervorgeht. Wird das Integral des
Signals für H1 und H3 des Ketons ins Verhältnis zu der Summe der Integrale der
Signale für H1, H3 und der OH-Gruppe gesetzt, so ergibt sich:
41
Allgemeiner Teil
1
2
O
3
OH
8'
2'
O
3
H8'
1'
9.0
8.0
7.0
6.0
5.0
H2'-H6'
H1
Enol
3.9235
0.2157
0.2069
10.0
1.6566
1.6402
1.6219
1.6112
1.6036
1.5865
1.3384
1.3340
1.2898
1.2746
1.2671
1.2589
0.8819
0.8655
0.8478
H1'
O
H3
Enol
11.0
3.2003
3.5886
H1,H3
Keton
1'
Enol-OH
12.0
4.1297
4.1126
4.0956
2'
4.0
H7'
3.0
2.0
5.9381
O
8'
20.241
O
2
4.0297
1
O
0.4426
O
O
3.0024
O
5.1146
7.2600
12.0881
Int[H1,H3] (Keton)
3.07
3. 5
=
=
≈ 75 : 25
Σ {Int[H1],Int[H3],Int[OH]} (Enol) 0.44 + 0.22 + 0.21
1
1.0
0.0
(ppm)
Abb. 26 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 3 (400MHz; CDCl3)
3.2.2.
Synthese
der
2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester
4-20
modifiziert nach92
Die Synthese der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäuredieester (PDS) (s. 6.5)
erfolgt durch eine Mannich-Reaktion, bei der ein Äquivalent Aceton-1,3-dicarbonsäurediester (ADS-ME, ADS-Et, 1-3) mit zwei Äquivalenten eines aromatischen
Aldehyds Ar-CHO (Pyridin-2-carbaldehyd, m-Fluorbenzaldehyd) und einem
Äquivalent
eines
primären
Amins
R1-NH2
unter
Abspaltung
von
zwei
Äquivalenten Wasser kondensiert (s. Abb. 24b). Die Reaktion wird in Methanol
als Lösungsmittel bei 0°C unter Eiskühlung durchgeführt. Die Reaktion kann
einfach mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc; RF=0.6-0.9) kontrolliert
werden. Die Aufarbeitung gestaltet sich unterschiedlich. Manche der PDS
42
Allgemeiner Teil
kristallisieren bei -20°C direkt aus der Reaktionslösung innerhalb von 24h bis
mehreren
Tagen
(4-7,
aus
10-13,
16),
andere
hingegen
schon
bei
Raumtemperatur (8-9, 14-15). Alle Produkte werden aus polaren, protischen
Lösungsmitteln wie Methanol oder Ethanol umkristallisiert. Nur die PDS, welche
langkettige Alkylester oder Benzylester an Position 3 und 5 tragen (17-20),
konnten nicht in fester Form isoliert werden. Sie kristallisierten weder direkt, noch
durch Einengen der Reaktionslösung aus. Ebenfalls wurde erfolglos versucht
nach vollständigem Abdestillieren des Lösungsmittels die zähen, glasartigen
Rückstände aus verschiedenen polaren Lösungsmitteln wie Methanol, Ethanol,
Acetonitril und Methanol/Wasser 50:50 (V/V) zu kristallisieren. Somit wurden
diese PDS in der Annahme einer 100%-igen Ausbeute als Rohprodukte zur
weiteren Synthese eingesetzt.
Da bei den PDS analog zu den ADS eine β-Keto-Carbonsäurestruktur mit αständigem H-Atom vorliegt, zeigen diese ebenfalls eine Keto-Enol-Tautomerie.
Weiterhin ist durch die Stellung der aromatischen Substituenten an Position 2
und 6 eine cis/trans-Isomerie möglich, sodass es 5 unterschiedliche Isomere in
Betracht zu ziehen gilt. Es handelt sich hierbei um das cis-Keton (1) und transR
N
H
3
E
Ar
H
4
E
1
3
E
1
4
Ar
5
O
H
6
E
O
H
O
4
O
H
H
R
N
2
E = COOR
Ar
5
H
6
1
OR
O
1
H
Ar
5
OR
1
trans-Keton
2
Ar
3
1
2
Ar
O
cis-Keton
1
OR
H
H
2
H
R
N
H
H
6
O
H
3
4
O
cis-Enol
3
R
N
1
RO
1
2
H
Ar
Ar
5
H
OR
6
O
O
H
4
H
R
N
H
1
1
2
3
Ar
Ar
5
O
OR
H
6
trans-Enol
4a
4b
Abb. 27 Stereoisomere der PDS
Keton (2), sowie das cis-Enol (3) und das trans-Enol, welches durch die Lage der
Enol-Doppelbindung zwei weitere Isomere (4a/4b) erzeugt (s. Abb. 27 aus93,94).
43
EnolOH
O
6*
OH
H
H3CO
N
4
5
1*
eq.
6
2*
H
1
N
3*
5*
O
1''
3.6940
3.6783
3.5703
3.5356
3.5084
3.4819
3.3973
OCH3
OCH3
3
2
H
1'
2'
N
ax.
3'
4*
4.2364
4.2130
4.7914
4.7187
4.6954
7.6142
7.6104
7.5953
7.5908
7.5725
7.5681
7.5530
7.5492
7.5340
7.5302
7.4608
7.4412
7.3440
7.3238
7.3124
7.2928
7.2600
7.2493
7.2303
7.2070
7.1937
7.1823
7.1722
7.0990
7.0851
7.0744
7.0630
7.0441
Allgemeiner Teil
6'
5'
6''
4'
5''
2''
3''
4''
0.8274
Integral
NCH2
12.8
12.4
H2 H6
12.0
H5
8.4
8.0
7.6
7.2
6.8
6.4
6.0
5.6
5.2
4.8
4.4
4.0
1.5149
2.9813
3.2357
1.0507
0.8485
1.0857
1.9186
6.5390
0.9244
2.0775
1.9963
Integral
(ppm)
3.6
(ppm)
Abb. 28 1H-NMR Spektrum der Verbindung 9 (400MHz; CDCl3)
Betrachtet man das 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 9 (s. Abb. 28), welches
repräsentativ für die Spektren aller PDS 4-16 ist, so zeigt sich sehr deutlich, dass
alle Verbindungen vollständig in der Enol-Form vorliegen. Bei ca. 12.5ppm ist
das Signal für die OH-Gruppe zu finden, welches mit D2O austauschbar ist. Um
zu unterscheiden, ob die cis- oder trans-Enol-Form vorliegt, müssen die Signale
der Protonen H5 und H6 näher betrachtet werden. Beide Protonen bilden ein ABSystem mit einer vicinalen Kopplungskonstante J3(H,H)=9.3Hz. Eine Kopplung in
dieser Größenordnung weist auf einen Diederwinkel im Bereich von 0°-10° bzw.
170°-180° hin. Beide Protonen H5 und H6 nehmen also eine axiale Position ein
und stehen trans zueinander. Damit kommen als mögliche Isomere der PDS nur
das cis-Enol 3 oder trans-Enol 4a (s. Abb. 27) in Frage. Die Zuordnung zwischen
beiden ist schwierig, zumal über das Proton H2 keine Aussage gemacht werden
kann, da es keinen direkten Kopplungsnachbarn gibt. Der aromatische Bereich
im 1H-NMR- Spektrum der Verbindung 9 (s. Abb. 29) weist einen doppelten
Signalsatz für die Protonen beider Pyridin-Substituenten an C2 und C6 auf, was
44
6*
4
5
1*
eq.
6
2*
H
1
N
3*
5*
OCH3
3
1'
2
H 2'
N
ax.
3'
4*
4'
5''
3''
H2''-H6''
4''
H6',H6*
8.4
8.3
8.2
8.1
8.0
7.9
7.8
7.7
7.6
H5',H5*
0.9244
H3',H3*
2.0775
H4',H4*
1.9963
Integral
6'
5'
6''
1''
2''
8.5
7.3440
7.3238
7.3124
7.2928
7.2600
7.2493
7.2303
7.2070
7.1937
7.1823
7.1722
7.0990
7.0851
7.0744
7.0630
7.0441
O
7.5
7.4
7.3
1.9186
H3CO
N
OH
H
6.5390
O
7.4608
7.4412
7.6331
7.6293
7.6142
7.6104
7.5953
7.5908
7.5725
7.5681
7.5530
7.5492
7.5340
7.5302
8.4249
8.4141
8.4950
8.4849
Allgemeiner Teil
7.2
7.1
7.0
(ppm)
Abb. 29 1H-NMR Spektrum der Verbindung 9 Aromaten-Bereich (400MHz; CDCl3)
auf eine unterschiedliche Konfiguration und somit auf eine äquatoriale Stellung
des Pyridin-Substituenten an C6 und eine axiale an Position C2 hindeutet.
Holzgrabe et al. haben sich schon früher mit diesem Problem beschäftigt93,94 und
durch
Vergleiche
der
13
C-NMR-Spektren
von
Verbindung
9
und
des
unsymmetrischen, analogen 3-Monocarbonsäuremethylester, von welchem eine
Röntgenstruktur existiert, die Konfiguration an C2 aufgeklärt. Die Röntgenstruktur
des 3-Mono-carbonsäuremethylester zeigte eindeutig eine axiale Stellung des
Pyridin-Substituenten an C2 in Nachbarschaft zur Doppelbindung. Die
chemischen Verschiebungen für die Kohlenstoffe C2, C3 und C4 sind bei beiden
Verbindungen nahezu identisch, sodass für die Stereochemie der PDS Isomer
4a (s. Abb. 27) zu favorisieren ist. In Ermangelung von Röntgenstrukturanalysen
für die im Rahmen dieser Arbeit synthetisierten PDS muss die Stereochemie
dieser Verbindungen jedoch erst noch bewiesen werden.
Bemerkenswert ist die zum Teil erhebliche Signalverbreiterung im 1H-NMRSpektrum der PDS vor allem im Bereich der aromatischen Protonen, was eine
45
Allgemeiner Teil
Auswertung der Kopplungskonstanten erschwert. Der Grund hierfür liegt in einer
Rotationshemmung der beiden Pyridin-Aromaten, da die synthetisierten PDS in
der Regel alle einen sterisch sehr anspruchsvollen Substituenten N-R1 und/oder
COOR besitzen.
3.2.3.
Synthese
der
2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di-
carbonsäurederivate 21-25, 27-55 modifiziert nach95
3.2.3.1. Optimierung der Synthese
Die Synthese der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurediester (9-Oxo-BNDS) (s. 6.6.1) 21-25 und 27-55 erfolgt analog zu der
Synthese der PDS durch eine Mannich-Reaktion, bei der ein Äquivalent PDS
(PyA, 3FLA, 4-20) mit zwei Äquivalenten Formaldehyd und einem Äquivalent
eines primären Amins R2-NH2 unter Abspaltung von zwei Äquivalenten Wasser
kondensiert (s. Abb. 24c). Erstmals wurde die Synthese dieser bicyclischen
Verbindungen ausgehend von 1-Alkyl-2,6-diphenyl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediethylestern von Mannich et al.96 beschrieben. Haller95 griff diese Reaktion
wieder auf und synthetisierte eine Vielzahl von 9-Oxo-BDNS, welche vor allem in
Position 2 und 4 mit 2-Pyridyl-Substituenten versehen waren und an beiden
Stickstoffen N3 und N7 mit Methyl-, Hydroxyethyl-, Ethyl-, Benzyl-, und PicolylGruppen substituiert waren. Im Laufe der Zeit wurde basierend auf dieser
Synthesevorschrift von Haller eine noch viel größere Anzahl an 9-Oxo-BNDS
synthetisiert65,66,67,68, nicht zuletzt deshalb, weil durch Holzgrabe et al.61,62 HZ2
als wirksamer κ-Rezeptor-Agonist entdeckt wurde.
Die von Haller vorgeschlagene Synthese, welche danach prinzipiell unverändert
von Siener97, Kuhl98 und Cambareri99 übernommen wurde, birgt jedoch einige
Probleme, sofern die erhaltenen 9-Oxo-BNDS keine Endprodukte darstellen,
sondern als Ausgangspunkt für weitere Synthesen eingesetzt werden müssen:
46
Allgemeiner Teil
1. Die Synthese wird unter Rückfluss durchgeführt. Dadurch entsteht eine
unkontrollierbare Menge und Vielfalt an Neben- und Zersetzungsprodukten,
was sich deutlich innerhalb von wenigen Minuten durch Schwarzfärbung der
Reaktionslösung zeigt.
2. Es gibt kein optimales DC-System zur Reaktionskontrolle. Das angegebene
System (Stat. Phase: SiO2; FM1: Cyclohexan:EtOAc:MeOH:Ethylamin
90:36:9:199; FM2: Cyclohexan:EtOAc:MeOH 10:4:197,99) neigt stark zum
Tailing und zur Ausbildung von β-Fließfronten.
3. Die angegebene Methode zur Aufarbeitung eignet sich nicht in jedem Fall zur
Isolierung des gewünschten Produktes, sofern dieses nicht von selbst aus der
Reaktionslösung auskristallisiert. Die o.g. DC-Methode lässt sich nicht optimal
zur Säulenchromatographie verwenden, vor allem aufgrund der vielen
Nebenprodukte und des schlechten Fließverhaltens.
4. Die angegebene Aufarbeitung erweist sich in den meisten Fällen als zu
zeitaufwändig, da die Kristallisation mitunter Tage bis Wochen in Anspruch
nimmt.
Aus diesen Gründen wurden folgende Modifikationen der Synthese und der
Aufarbeitung vorgenommen:
1. Die Reaktion wurde in THF oder Aceton als Lösungsmittel bei 50°C im
temperierten Ölbad vorgenommen. Die Reaktionsansätze verfärben sich in
den meisten Fällen nur wenig, was auf die Entstehung von weniger Nebenund Zersetzungsprodukten hindeutet. Die Reaktionszeiten betragen maximal
2h.
2. Zur Reaktionskontrolle wurde ein neues DC-System (Stat. Phase: bas. ALOX;
FM: EtOAc) verwendet. Die Flecken im DC waren in Abhängigkeit von der
Auftragemenge scharf begrenzt (RF=0.8-0.9). Da es sich bei dem eingesetzten Fließmittel nur um eine Komponente handelt, kommt es nicht zur
Ausbildung von β-Fließfronten.
3. Das zur Reaktionskontrolle eingesetzte DC-System ließ sich problemlos zur
Schwerkraftsäulenchromatographie und somit zur Reinigung des Rohproduktes bzw. zur Isolierung des gewünschten Produkts einsetzen.
47
Allgemeiner Teil
Als Ergebnis dieser Veränderungen ist es nun möglich 9-Oxo-BNDS schneller
und in höheren Ausbeuten zu synthetisieren. Zudem konnte dadurch bedingt
Verbindung 29 als trans-Isomer erhalten werden, welches bislang nicht
zugänglich war.
Verb.
21
alt
29
neu
Ausbeute:
Aufarbeitung:
36%99
Kristallisation
(~7Tage)99
Ausbeute:
Aufarbeitung:
Ausbeute:
20% (nur cisIsomer)98
Kristallisation
(~3Tage)98
Ausbeute:
Aufarbeitung:
Aufarbeitung:
69% (s. 6.6)
präp.
Säulenchromatographie,
Kristallisation
(~1Tag) (s. 6.6)
90% (s. 6.6) (nur
trans-Isomer)
Kristallisation
(~1Tag) (s. 6.6)
Tab. 3 Gegenüberstellung der bisherigen und optimierten Synthese
N
O
O
H3CO
O
O
OCH3
CH3
N
N
O
H3CO
N
N
CH3
O
O
OCH3
N
N
O
H3CO
N
O
OCH3
N
N
CH3
F
F
21
29 cis
29 trans
Abb. 30 Verbindung 21 und 29
Problematisch in ihrer Synthese erwiesen sich die 9-Oxo-BNDS, welche an N3
oder N7 mit längerkettigen aliphatischen Resten mit endständiger Carbonsäurefunktion wie z.B. -(CH2)nCOOH (n=3,7) substituiert werden sollten. Mittels der
hier vorgestellten Synthese konnten diese Verbindungen nicht erhalten werden.
Möglicherweise wird durch den Carboxylrest der pH-Wert der Reaktionslösung
zu stark gesenkt, so dass die Nukleophilie der Aminkomponente für die
Ausbildung des Iminiumkations als Intermediat der Mannich-Kondensation nicht
mehr ausreicht.
48
Allgemeiner Teil
3.2.3.2. Synthese von Liganden mit gemischter κ/δ-Affinität
δ-Adresse
R
O
N
1
O
N
H
N
H3C
O
CH3
N
N
O
Opioid-Message
O
H3CO
O
OCH3
N
(+/-)-BW373U86 (R1=H)
(+)-SNC-80 (R1=CH3)
CH3
F
F
27
Abb. 31 Übertragung des MAC von SNC-80 auf 9-Oxo-BNDS
Wie in Abschnitt 1.1.3.2.2 beschrieben, gibt es einige hochaffine Liganden für
den δ-OR, welche ausgehend von den Enkephalinen mit Hilfe des MessageAdress-Concepts (MAC)50 entwickelt wurden. Hierzu gehören als Hauptvertreter
das Naltrindol (NTI) als selektiver Antagonist und davon abgeleitet die
Spiroindanyloxymorphone (SIOM) und Perhydroisochinoline ((-)-TAN67). Nachdem die Diphenylmethylpiperazinderivate BW373U86 und SNC80 entdeckt
wurden, die strukturell wenig verwandt mit den bisher bekannten δ-OR-Liganden
waren, wurde das MAC auch auf diese Verbindungen erweitert. Hierbei wird die
"Opioidmessage" durch den Piperazinring und die "δ-Opioid-adresse" durch das
Diethylbenzamid-Element verkörpert.51,52 Betrachtet man nebeneinander die
Strukturen von SNC80-mit den 9-Oxo-BNDS am Beispiel von Verbindung 27, so
wird deutlich, dass die "Übertragung" des MAC auf das 9-Oxo-BNDSGrundgerüst durchaus vielversprechend ist, hinsichtlich der Synthese von
Liganden mit hoher Affinität zum δ-OR und/oder κ-OR (s. Abb. 31). Verbindung
27 ist der einzige Vertreter von Substanzen dieser Art, der im Rahmen dieser
Arbeit synthetisiert wurde. Nachfolgend ist das Syntheseschema zur Herstellung
49
Allgemeiner Teil
von Verbindung 27 aufgeführt (s. Abb. 32). Kommerziell erhältliches 4-Methylbenzophenon wird im ersten Schritt durch Oxidation mit KMnO4 in t-BuOH/H2O
unter Rückfluss zur 4-Benzoylbenzoesäure umgesetzt123, welche anschließend
1. KMnO4 / t-BuOH,
H2O
2. SOCl2 / Benzol
3. HN(Et)2 / CHCl3(abs)
H3C
O
N
O
O
O
1. Ti(IV)[O-i-Pr]4,
NH4Cl, N(Et)3 /
EtOH(abs)
2. NaBH4
N
N
O
O
H3CO
O
O
3FLA, H2CO /
THF
OCH3
N
H
N
NH2
CH3
F
F
27
Abb. 32 Syntheseschema von Verbindung 27
mit SOCl2 in Benzol unter Rückfluss zum entsprechenden Carbonsäurechlorid
reagiert.123 Dieses wird in absolutem CHCl3 gelöst und bei Raumtemperatur zu
einer wässrigen 44%-igen Diethylaminlösung getropft. Das dabei entstehende 4Benzoylbenzoesäure-N,N-diethylamid123 wird mit Titan-(IV)-isopropylat, NH4Cl
und N(Et)3 als Hilfsbase in absolutem EtOH bei Raumtemperatur umgesetzt. Der
dabei entstehende Aminocarbinolatotitan-(IV)-Komplex wird durch Zugabe von
NaBH4 zum entsprechenden primären Amin reduziert.125 Dieses wird analog zur
allgemeinen Synthesevorschrift (s. 3.2.3) als Aminkomponente mit zwei
Äquivalenten Formaldehyd und einem Äquivalent 3FLA zum 9-Oxo-BNDS 27
nach
Mannich
kondensiert.
Da
die
Verbindung
in
pharmakologischen
Untersuchungen keinerlei Affinität weder zu δ-OR noch zu κ-OR aufweist, wurde
von der Synthese weiterer Verbindungen abgesehen.
50
Allgemeiner Teil
3.2.3.3. Stereochemie der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurederivate
3.2.3.3.1. Konfigurationsisomerie
Bezogen auf die Stellung der aromatischen Substituenten an Position 2 und 4
sind zwei Konfigurationsisomere denkbar (s. Abb. 33). Es handelt sich dabei um
das cis-Isomer, wenn beide Substituenten eine äquatoriale Stellung einnehmen,
oder um das trans-Isomer, welches als Racemat ensteht. Hierbei nimmt ein
Aromat
E
H
4
Ar
1
R
E
E
Ar
H
4
2
N Ar
N
R
H
2
1
R
cis-Isomer
Abb. 33 cis/trans-Konfigurationsisomerie
axiale
und der andere eine
O
O
eine
äquatoriale
E
Stellung
ein. In wenigen Fällen
H
2
N Ar
N
R
2
gelang eine getrennte
Isolierung der beiden
trans-Isomer
Isomere, sofern beide
während der Synthese
entstanden. Nachweislich gelang die Isolierung von cis/trans-Isomeren bei der
Verbindung HZ261 selbst und den mit 2,4-di-(3-nitrophenyl)- und 2,4-di-(4nitrophenyl)-substituierten Derivaten100. Anhand dieser Verbindungen konnte
nachgewiesen werden, dass eine Isomerisierung von trans nach cis durch
Umkristallisation aus polaren, protischen Lösungsmitteln zu erreichen ist. Dies
geschieht durch eine Retro-Mannich-Reaktion, bei der es zu einer Ringöffnung
durch Spaltung der Bindung C1-C5 kommt. Initialer Schritt der Isomerisierung
hierbei ist die Protonierung des Ketons an C9 und Ausbildung einer enolischen
Zwischenstufe, welche im Sinne einer Mannichreaktion wieder cyclisiert.100 Im
Rahmen dieser Arbeit gelang es, einige 9-Oxo-BNDS zu synthetisieren, welche
ausschließlich als trans-Isomer bei der Synthese entstanden (24, 29-30, 34-41,
43-49, 52). Der Grund hierfür liegt an der Größe des Substituenten an N3, der
sofern groß und langkettig, die beiden aromatischen Substituenten in die transStellung dirigiert, wohingegen ein kleiner Substituent wie eine Methylgruppe zur
cis-Konfiguration der Aromaten führt.
51
52
8.8
8.7
8.6
8.5
8.4
8.3
8.2
6.0
8.1
3'
5'
H2/4
5.5
8.0
5.0
7.9
4.5
7.8
4.0
7.7
3.5
H3'
3.0
H4''
(ppm)
7.6
Abb. 34 1H-NMR Spektrum der Verbindung 51 (400MHz; CDCl3)
7.5
2.5
7.4
2.0
7.3
6.1586
CH3
N
H6'
H4'
7.1236
7.1110
7.1072
7.0946
2
2.9630
N
2'
2.0116
6.5
1
7.2600
7.2448
7.2404
7.2278
4
3
1.1528
N
9
1.9316
5
0.9953
7.0
O
1.9276
O
7
2.0311
O
N
1.8978
6
7.5429
7.5391
7.5239
7.5201
7.5050
7.5006
7.4109
7.3913
2''
4.0342
3''
1.0255
7.5
1.8744
1.0255
2.0311
0.9953
1.1528
2.0116
1.9952
1.9992
1.0022
Integral
4''
7.6982
7.6944
7.6786
7.6754
7.6597
7.6565
8.0
7.9261
7.9065
8.5
1.9952
9.0
8.4350
8.4324
8.4230
8.4205
8.6376
8.6351
8.6256
8.6231
9.5
1.9992
1.0022
Integral
1.3075
1.2898
1.2721
4.2604
4.2515
4.2484
4.2427
4.2332
4.2307
4.2155
4.2124
4.2036
4.1979
4.1953
4.1859
3.5930
3.2445
3.2148
2.7748
2.7451
1.9622
4.6720
7.6944
7.6786
7.6754
7.6597
7.6565
7.5429
7.5391
7.5239
7.5201
7.5050
7.5006
7.4109
7.3913
7.2600
7.2448
7.2404
7.2278
7.1236
7.1110
7.1072
7.0946
Allgemeiner Teil
5''
N
6''
1''
8
CH3
O
O
1'
6'
N3-CH3
4'
OCH2
N7-CH2
H6/8
(ppm)
1.5
7.2
1.0
H5''
H5'
7.1
0.5
H6''
H3''
7.0
Allgemeiner Teil
Alle anderen 9-Oxo-BNDS fallen bei der Synthese ausschließlich als cis-Isomere
an. Die Zuordnung der
1
H-NMR- und
13
C-NMR-Spektren der cis-Isomeren
erweist sich als recht einfach aufgrund der Symmetrie dieser Verbindungen
(Schnittebene senkrecht durch N3, N7 und C9). Veranschaulicht wird dies am
1
H-NMR- Spektrum der Verbindung 51 (s. Abb. 34). Das Spektrum weist einen
einfachen Signalsatz für die Protonen der Diethylestergruppen, H2/4, H6/8 und
beider Pyridinringe an C2 und C4 auf. Die Protonen H6/8 bilden hierbei ein ABSystem mit einer geminalen Kopplungskonstante von J2(H,H)=11.9Hz. Ebenfalls
ein Zeichen für die hohe Symmetrie ist das Signal für die Methylengruppe an N7,
welches als Singulett vorliegt, was bedeutet, dass beide Protonen die identische
chemische Umgebung besitzen. Analog zu den PDS sind die 1H-NMR-Spektren
durch teilweise verbreiterte Signale gekennzeichnet. Dies wird wie bei den PDS
durch teilweise gehemmte Rotation aufgrund der sterisch sehr anspruchsvollen
Verbindungen verursacht. Deshalb können einige Kopplungskonstanten nur
4''
6''
N
2''
7
5
N
4
9
3
N
CH3
C3'' C3'
1''
C5''
O
1
2
2'
6'
5
5'
3'
OCH2
C6'
1'
N
125.0
124.5
124.0
123.5
123.0
122.5
122.0
121
(ppm)
C4'
C6/8
C2/4
C=O
190
180
170
160
150
140
N3-CH3
N7CH2
C2' C2''
C6'' C4''
C9
200
14.1471
C1/5
O
4'
210
43.0896
CH3
C5'
8
O
O
O
N
63.7035
62.4451
61.7250
58.7791
5''
3''
6
77.4800
77.1600
76.8472
73.9086
124.4978
124.0469
122.8249
122.4248
136.3687
136.1868
149.5633
149.0542
158.8374
157.2954
168.1188
203.3312
näherungsweise angegeben werden.
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
(ppm)
Abb. 35 13C-NMR der Verbindung 51 (100MHz; CDCl3)
53
Allgemeiner Teil
Das
13
C-NMR-Spektrum weist lehrbuchmäßige chemische Verschiebungen der
Signale auf und ist auch durch einen halben Signalsatz gekennzeichnet. So wird
für die Kohlenstoffatome C1/5, C2/4, C6/8, COOEt und die Kohlenstoffatome der
Pyridinringe an Position 2 und 4 jeweils nur ein Signal detektiert (s. Abb. 35).
Etwas komplizierter sind sowohl die 1H-NMR- als auch die
13
C-NMR-Spektren
der trans-Isomere. Sie zeichnen sich vor allem durch einen vollen Signalsatz
jedes einzelnen Protons/Kohlenstoffatoms aus. Die Zuordnung der Signale für
diese Verbindungen soll im Folgenden anhand der Verbindung 29 erklärt
werden. Dazu muss jedoch zuerst die dreidimensionale Struktur näher betrachtet
werden. Dazu wurde die Strukturformel
H3*
in ISIS-Draw V2.4 gezeichnet und mit
SYBYL
in
eine
3D-Struktur
konvertiert. Anschließend wurde eine
H2
H3*
V6.9
Geometrieoptimierung
H4
vorgenommen
(1000 Iterationen; "Powell"-Algorithmus;
Dielektrizitätskonstante:
4.8
(Chloro-
form); MMFF94-Kraftfeld) (s. Abb. 36).
Wie deutlich daraus hervorgeht, befindet sich das Proton H3* des axial
Abb. 36 3D-Struktur der Verbindung 29
ständigen Pyridin-Substituenten im An-
isotropiekegel des Benzyl-Substituenten an N3. Beide aromatischen Ringe
befinden sich in einer parallelen Anordnung zueinander. Daraus resultierend ist
zu erwarten, dass dieses Proton bezüglich der sonst üblich zu beobachteten
chemischen Verschiebung von ca. 8ppm (s. 1H-NMR von 51 Abb. 34) zu
höherem Feld verschoben ist. Abb. 37 zeigt das
1
H-NMR-Spektrum der
Verbindung 29. Die chemische Verschiebung des Protons H3* liegt bei ca.
7.3ppm,
allerdings
verdeckt
unter
dem
Signal
des
Protons
H4''
der
Benzylgruppe. Das Proton H3' liegt erwartungsgemäß bei 7.92ppm. Mittels
HMQC-Messungen kann dadurch das Signal des Kohlenstoffatoms C3' ermittelt
werden. Über ein HMBC-Experiment kann somit die Lage des Atoms C5'
ebenfalls bestimmt werden. Umgekehrt wird durch die Lage des Signals für C5'
54
8.6
8.5
8.4
7.0
8.3
8.2
6.5
8.1
8.0
6.0
7.9
3.40
3.30
5.5
7.8
3.20
3.10
7.7
3.00
5.0
0.9260
OCH3 (C1)
2.90
2.80
3''
4.5
7.6
4.0
H2''/6''
7.5
3.5
7.4
3.0
H3'
7.3
7.2
2.8474
3.50
0.9260
3.60
0.9983
3.70
2.2397
7.5
3.80
7.1729
7.1602
7.1552
7.1426
7.1293
7.1154
7.1110
7.0990
3.90
5.0072
2''
7.2770
7.2600
7.2411
8.0
5'
2.1460
4'
2.1681
3'
0.9983
O
1.1057
1.0814
1''
3.0929
3*
N
7.3642
7.3459
7.3269
6''
2
2'
H6
7.4961
7.4778
4*
1
5.0072
N
N3-CH2
2.0769
8.5
3
0.9892
0.7558
4''
9
7.6735
7.6704
7.6540
7.6508
7.6350
7.6319
4
8
1.0814
CH3
2.0942
H6*
O
1.1057
5
7.9267
7.9097
1*
0.8920
O
3.0929
2*
7
Integral
H3CO
N
2.0769
2.1681
2.1460
2.2397
6
2.0942
5''
0.8920
5*
8.4672
8.4571
8.5859
8.5751
Integral
1.0000
1.0114
6*
N
1.0114
1.0000
Integral
7.1
2.2192
3.6366
3.5987
3.5766
3.5728
3.5495
3.5457
3.4446
3.3512
3.3361
3.0248
2.9976
2.7899
2.7602
3.8380
5.3482
5.2510
7.6704
7.6540
7.6508
7.6350
7.6319
7.4961
7.4778
7.3642
7.3459
7.3269
7.2770
7.2600
7.2411
7.1729
7.1602
7.1552
7.1426
7.1293
7.1154
7.1110
7.0990
Allgemeiner Teil
Aceton
H8
OCH3 (C5)
OCH3
1'
6'
(ppm)
2.70
N7-CH3
H2 H4
(ppm)
2.5
H4'',H3*
H3''/5''
H4',H4*
H6'
H5* H5'
(ppm)
7.0
Abb. 37 1H-NMR Spektrum der Verbindung 29 (400MHz; CDCl3)
55
Allgemeiner Teil
im HMQC-Spektrum die Lage des Protons H5' und damit ebenfalls von Proton
H5* zugeordnet. Durch eine COSY-Messung werden die Protonen H6' und H6*
ermittelt und damit auch deren
13
C-Signale über das HMQC. Der Grund für diese
etwas umständliche Vorgehensweise liegt darin, dass die Signale für die
Protonen H4' und H4* zusammenfallen, da sonst über ein einfaches COSYExperiment alle 1H-Signale hätten bestimmt werden können. Mit Hilfe des HMBC
können ausgehend von den Signalen für H6' und H6* die Signale für C2' und C2*
und damit die Signale für H2 und H4 zugeordnet werden, wodurch es möglich ist
alle anderen Signale über ihre Fernkopplungen zu ermitteln. Ungewöhnlich stark
verbreitert sind die Signale für die Protonen H2/4 als auch der N3-CH2-Gruppe.
Dies kann nicht allein durch das Quadrupolmoment des N3-Stickstoffs erklärt
werden, da im Fall von 2,4-cis-konfigurierten Verbindungen (s. Abb. 34) sehr
scharfe Signale beobachtet werden können. Diese enorme Verbreiterung weist
auf eine sehr eingeschränkte Beweglichkeit des Moleküls in diesem Bereich hin.
In der Tat behindern diese Protonen eine freie Rotation der drei Aromaten. Im
Fall der Protonen H2 und H4 kann dies bei allen trans-Isomeren beobachtet
werden. Es hängt jedoch von der Art der Substitution an N3 ab, wie stark
verbreitert diese Signale sind.
Abb. 38 Konformer von Verbindung 29 mit der maximalen inneren Energie von 121.63kJ/mol
56
Allgemeiner Teil
Abb. 39 Konformer von Verbindung 29 mit der niedrigsten inneren Energie von 82.67kJ/mol
Ausgehend von der optimierten Molekülstruktur von Verbindung 29 (s. Abb. 36)
wurde eine Konformationsanalyse durchgeführt. Es wurde mit Hilfe der Software
SYBYL V6.9 in 5°-Inkrementen um die Bindungen C4-C2*, C2-C2', N3-CH2 und
CH2-C1'' rotiert und jeweils die innere Energie des jeweiligen Konformers auf der
Basis von van-der-Waals-Interaktionen berechnet. Dadurch konnte eine
Rotationsbarriere von ca. 40kJ/mol bezogen auf die Energiedifferenz des
Konformers mit der größten (s. Abb. 38) und der kleinsten (s. Abb. 39) inneren
Energie ermittelt werden.
57
Allgemeiner Teil
Ein weiteres sehr ungewöhnliches Phänomen konnte bei der Auswertung der
13
C-NMR-Spektren bei annähernd allen 2,4-di-(2-pyridyl)-substituierten trans-
Isomeren (29-30, 34-40, 43, 45-47, 49) beobachtet werden. So ist es mit
üblichen Messzeiten nicht möglich, das Signal für den Carbonylkohlenstoff C9 zu
erfassen. Exemplarisch wurden deshalb die Parameter der
13
C-NMR-Messung
von Verbindung 29 (s. Abb. 40) verändert, um so das Signal für C9 detektieren
zu können. Durch eine Verlängerung der D1-Zeit (Zeit zwischen den
Einzelpulsen) von 2s auf 10s und eine Erhöhung der Anzahl der Messpulse auf
18000 war es möglich, ein sehr kleines und verbreitertes Signal bei 203.99ppm
dem Carbonyl-Kohlenstoff C9 zuzuordnen, was durch HMBC-Messungen belegt
CH3
6
H3CO
N
5
1*
4
2*
5*
C4'
7
O
9
3
2
N
5''
2'
C4* C2''/6''
5'
136.4
2''
C6'
13
C4''
63.0
C1''
C1-C=O
C3*/5'
C6
C3'
C4
0
123.0
C2*
C9
170
160
150
122.0
130
120
110
100
90
(ppm)
Abb. 40 13C-NMR Spektrum der Verbindung 29 (100MHz; CDCl3)
58
61.0
OCH3
(C1)
OCH3
N3- (C5)
CH2
N7CH3
C2
121.0
(ppm)
140
62.0
(ppm)
C5*
C2'
C5-C=O
180
136.0
C6*
3''
190
136.2
(ppm)
Aceton
200
30.9278
6'
4'
1''
4''
C8
1'
N
3'
6''
Aceton
C1/5
OCH3
1
3*
4*
C3''/5''
8
O
O
6*
N
77.4728
77.1600
76.8400
68.3514
67.0640
65.9438
62.4233
62.1251
61.7541
53.2729
52.6037
51.9781
44.0206
138.9509
136.2305
136.0704
128.6803
128.0475
127.1601
122.6867
122.2284
121.8284
148.8796
148.4432
159.2448
157.3463
170.3227
169.7336
206.8590
203.9859
werden konnte (s. Abb. 41).
80
70
60
50
40
30
Allgemeiner Teil
( ppm )
40
80
120
160
J3(H6,C9)
( ppm ) 8. 00
7. 00
6. 00
5. 00
200
4. 00
3. 00
2. 00
Abb. 41 HMBC-Spektrum der Verbindung 29
59
Allgemeiner Teil
3.2.3.3.2. Konformationsisomerie
Zusätzlich zur cis/trans-Isomerie ist eine Reihe von Isomeren möglich, welche
durch Rotation der aromatischen Substituenten um die Bindung an C2/4 und
durch Ringinversion des Piperidonringes (C1, C8, N7, C6, C5, C9) in die Sesseloder Wanneform entstehen können. Abb. 42 zeigt schematisch die verO
R
1
R
O
O
N R2
N
R
F
R
1
R
N
F
R
F
R
N R2
1
R
R
N R2
N
F
F
F
1
3
O
R
1
R
O
R
N
5
N
R
2
R
F
1
R
N
O
R
F
N
R
2
R
F
1
R
R
N
R
2
N
F
F
2
F
4
6
Abb. 42 Konformationsisomere der 9-Oxo-BNDS
schiedenen Konformationsisomere der 3-F-phenyl-substituierten 9-Oxo-BNDS,
wobei die Enantiomere zu 5 und 6 bewusst nicht angegeben sind, da sie im 1Hund
13
C-NMR-Spektrum nicht detektierbar sind. Theoretisch sind jedoch 8
Konformationsisomere möglich. Die Sessel-Wanne-Konformere 2-6 sind jedoch
in ihrer Entstehung nicht begünstigt, es sei denn der Substituent R2 an N7 ist
sterisch sehr anspruchsvoll wie ein t-Butyl- oder Adamantylrest.101
Die im Rahmen dieser Arbeit synthetisierten 3-F-phenyl-substituierten 9-OxoBNDS (21-27) weisen, sofern sie in der cis-Konfiguration vorliegen, mehrfache
Signalsätze auf. Mehrere in dem Sinn, als dass nicht genau unterschieden
werden kann, ob es sich um zwei unsymmetrische oder vier symmetrische
Isomere handelt. Im Folgenden wird anhand der 1H- und
13
C-NMR-Spektren der
Verbindungen 23 und 24 dieses Problem näher erläutert. Es handelt sich bei
diesen Verbindungen um cis/trans-Isomere des 3,7-Dibenzyl-2,4-di-(3-fluor-
60
Allgemeiner Teil
phenyl)-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester. Erstaunlicherweise konnte ohne eine Abwandlung der Synthesevorschrift im einen
Fall das cis- und im anderen Fall das trans-Isomer erhalten werden. Der einzige
Unterschied bei der Synthese ist, dass im Fall des cis-Isomer 23 nach
Abdestillieren des Lösungsmittels säulenchromatographisch gereinigt wird,
während das trans-Isomer 24 direkt nach Abdestillieren des Lösungsmittels und
Umkristallisieren aus Methanol erhalten wird.
Im 1H-NMR-Spektrum der cis-Verbindung 23 wird der Unterschied zu den ciskonfigurierten 2,4-Di-(2-pyridyl)-9-oxo-BNDS wie z.B Verbindung 51 (s. Abb. 34),
die eine komplett symmetrische Struktur aufweist, deutlich. Für die Protonen
6
7
5
4
Ar-H
9
OCH3
8
O
O
H3CO
N
O
OCH3
1
3
N
3.7761
3.7452
3.7199
3.7022
3.6959
3.5457
3.5172
3.4888
3.4712
3.4516
3.3108
3.2748
3.2458
3.2192
2.7912
2.7615
2.6958
2.6662
2.6030
2.5727
4.9927
4.9473
4.8772
4.8406
7.3326
7.3200
7.3035
7.2676
7.2543
7.1653
7.1489
7.1091
7.0933
7.0731
7.0377
7.0163
7.0018
6.9828
6.9658
6.9475
6.9071
6.8894
6.8401
6.8294
H2/4 werden vier Singuletts und für die Protonen H6/8 ebenfalls ein vierfacher
2
F
F
N3-CH2
N7-CH2 H6/8
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
0.5431
0.8404
0.5372
2.4394
2.7999
6.4225
1.9648
18.453
Integral
H2/4
3.0
2.5
(ppm)
Abb. 43 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 23 (400MHz; CDCl3)
Signalsatz detektiert. Die genaue Zuordnung der Signale im 1H-NMR-Spektrum
erfolgt im Wesentlichen über das
13
C-NMR- und das HMQC-Spektrum (s. Abb.
44), da die Signale der NCH2-Gruppen und der Protonen H6/8 erheblich
überlagert sind. Die Protonen für die Methylengruppe an N3 können als Multiplett
61
Allgemeiner Teil
bei 3.22-3.31ppm zugeordnet werden. Die Protonen der Methylengruppe an N7
zeigen ein weit aufgespaltenes AB-System bei 3.22-3.31ppm (m) und 3.77ppm
(d; 12Hz). Den Protonen der Methylengruppe an N3 wird das Multiplett bei 3.453.55 zugeordnet. Die Signale der aromatischen Protonen können nicht genau
differenziert werden.
( ppm )
N3-CH2
40
H6/8
H2/4
60
N7-CH2
80
100
120
140
( ppm
8 . )0 0
7. 00
6. 00
Abb. 44 HMQC-Spektrum der Verbindung 23
62
5. 00
4. 00
3. 00
68
190
67
20
66
165.5
165.0
180
63.7
65
63.6
164.5
63.5
164.0
170
63.4
64
163.5
(ppm)
(ppm)
63.3
163.0
160
63.2
63.1
63
63.0
162.5
62.9
162.0
62.8
62
62.7
161.5
150
140
61
130
C2/4
120
60
59
58
53.2365
53.2219
53.1565
52.5237
52.4727
200
203.6
57.4189
204.0
58.7719
58.7355
58.6991
C9
60.1248
204.4
63.4562
63.2743
63.2234
63.1216
62.9834
62.9543
62.9106
62.8961
66.9403
66.9112
66.8967
66.6857
66.5184
133.1318
130.6587
130.4696
130.2078
130.1641
130.1278
130.0332
129.9532
129.8732
128.8839
128.7821
128.7094
128.2366
128.1857
127.9674
127.7347
125.7198
125.6253
125.6035
124.7815
124.7670
124.6506
117.0204
116.8604
116.8313
116.7949
116.6349
116.2785
116.2275
116.0602
116.0093
115.9002
115.6893
115.1437
115.0492
115.0201
114.9474
114.8455
77.4800
77.1600
76.8400
66.9403
66.9112
66.8967
66.6857
66.5184
63.4562
63.2743
63.2234
63.1216
62.9834
62.9543
62.9106
62.8961
60.1248
58.7719
58.7355
58.6991
57.4189
53.2365
53.2219
53.1565
52.5237
52.4727
Allgemeiner Teil
C3'/3*
6
O
H3CO
6*
5
5*
1*
4*
110
57
4
N
O
7
9
3
N
2*
100
56
8
O
1
2
1'
OCH3
F
(ppm)
62.
C6/8
55
6'
161.0
2'
5'
3*
3'
4'
F
(ppm)
90
80
54
70
N7CH2
53
60
OCH3
C1/5
N3CH2
(ppm)
52
51
Abb. 45 13C-NMR-Spektrum der Verbindung 23 (100MHz; CDCl3)
63
Allgemeiner Teil
Mehrfache Signalsätze können auch im
13
C-NMR-Spektrum (s. Abb. 45) für alle
Kohlenstoffatome insbesondere C9, C2/4, C1/5, C6/8 gefunden werden. Die
Zuordnung der aromatischen Kohlenstoffe der 3-fluor-substituierten Phenylringe,
welche alle infolge der C,F-Kopplung zusätzlich zur Konformationsisomerie in
Dubletts aufspalten, erfolgt über deren C,F-Kopplungskonstanten.
Es kann nicht mit endgültiger Sicherheit zwischen einem vierfachen (halben)
Signalsatz bezogen auf vier symmetrische Isomere oder einem doppelten
(vollen) Signalsatz bezogen auf zwei unsymmetrische Isomere unterschieden
werden, da sich auch hier die Signale teilweise überlagern. Die einzige
Möglichkeit
einer
Unterscheidung
liegt
in
der
Betrachtung
eines
Protons/Kohlenstoffatoms, welches auf einer möglichen Symmetrieebene
(senkrecht durch N3/7 und C9) liegt, und für jedes Isomer immer nur ein Signal
erzeugt. Demzufolge müssten für das Kohlenstoffatom C9 vier Signale im Fall
von vier unterschiedlichen, symmetrischen oder nur zwei Signale im Fall von
zwei
unterschiedlichen,
unsymmetrischen
Isomeren
gefunden
werden.
Tatsächlich findet man zwei Signale für das Kohlenstoffatom C9, eines ist jedoch
verbreitert, so dass es sich auch um ein überlagertes Signal und somit um mehr
als zwei Isomere handeln könnte.
Frühere Hochtemperaturmessungen ähnlicher Verbindungen konnten ebenfalls
keinen Aufschluss über die tatsächliche Anzahl und Art der in Lösung
vorhandenen Isomeren geben. Bei der Untersuchung der Verbindung 2,4-Di-(3fluorphenyl)-3-methyl-9-oxo-7-propyl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester99 konnten ebenfalls im 1H-NMR Spektrum im Bereich von
4.5ppm vier Singuletts für die Protonen H2/4 detektiert werden. Es konnten zwei
verschiedene Koaleszenztemperaturen gefunden werden. Die erste bei 318K
(∆G#=70.3kJ/mol) und eine zweite bei 333K ((∆G#=70.9kJ/mol). Bei 318K
koaleszieren die vier Singuletts zu zwei Singuletts und bei 333K koaleszieren
diese zu einem Singulett. Die beiden Aktivierungsenthalpien sind einmal der
Rotation der aromatischen Substituenten um die C2/4-Achse und zum anderen
der Ringinversion des nieder-substituierten Piperidinringes zuzuordnen.
64
3.80
3.70
3.60
3.50
3.40
5.2
OCH3
N7-CH2
3.30
4.8
3.20
4.4
3.10
4.0
3.00
3.6
2.90
3.2
2.80
0.1812
5.6
2.7110
0.8577
0.1812
0.1122
1.4743
F
2.7476
3*
0.8577
2*
2'
2.9351
2.9194
2.8916
6.0
2
2.1955
0.8160
2.1487
0.7949
0.5184
1.6243
2.1529
0.5541
N
1'
1.4743
6.4
1
2.9654
4*
4
3
0.7126
5*
1*
9
0.5541
6.8
5
0.1006
0.0839
0.0730
0.0960
0.7039
6*
O
3.3430
H3CO
7
3.3815
O
N
2.1529
3.4390
3.4345
3.4099
18.000
0.2247
6
1.6243
Integral
0.1064
Ar-H
0.5184
3.5968
7.2
3.6341
3.7212
3.7142
3.6972
3.6827
3.6732
7.6
0.7949
2.1487
3.90
3.7906
3.8487
3.8216
8.0
0.8160
2.1955
Integral
3.8487
3.8216
3.7906
3.7212
3.7142
3.6972
3.6827
3.6732
3.6341
3.5968
3.4390
3.4345
3.4099
3.3815
3.3430
2.9654
2.9351
2.9194
2.8916
2.7476
2.7110
4.5792
5.2415
6.8073
6.7985
6.7922
6.7600
6.7410
6.6735
6.6488
7.2480
7.2392
7.2297
7.2196
7.2019
7.1962
7.1804
7.1609
7.0068
7.0005
6.9854
6.9797
6.9639
6.9582
6.9424
6.9361
Allgemeiner Teil
8
O
OCH3
6'
5'
3'
4'
F
H2/4
(ppm)
2.8
OCH3
N3-CH2
H6/8
(ppm)
2.70
Abb. 46 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 24 (400MHz; CDCl3)
65
70
66
69
6
O
H3CO
6*
5*
190
68
164.5
180
67
164.0
163.5
(ppm)
170
66
163.0
162.5
65
162.0
160
64
161.5
161.0
150
63
160.5
(ppm)
140
62
130
C2/4
120
61
60
59
1*
5
4*
4
110
58
N
7
O
9
3
1
N
2
2*
1'
3*
2'
F
100
(ppm)
57
Abb. 47 13C-NMR-Spektrum der Verbindung 24 (100MHz; CDCl3)
90
56
80
55
54
52.8583
52.5819
52.5382
52.2182
165.0
53.7311
200
2
60.3212
203.2
61.5359
203.6
62.6342
C9
64.0817
204.0
64.4963
68.2714
68.2569
67.7114
67.6968
77.4801
77.1600
76.8472
68.2714
68.2569
67.7114
67.6968
64.4963
64.0817
62.6342
61.5359
60.3212
53.7311
52.8583
52.5819
52.5382
52.2182
116.6131
116.3949
116.1403
115.9148
115.6966
115.4856
114.9837
114.7728
168.9335
168.4097
164.3437
163.7691
161.8924
161.3178
140.5075
140.4420
138.8272
138.7690
137.9907
136.5505
130.2369
130.1787
130.0987
129.8077
129.7277
128.8621
128.7603
128.2220
128.0329
127.1892
124.8615
124.8470
124.5997
124.5706
203.5494
Allgemeiner Teil
C3'/3*
8
O
OCH3
6'
5'
3'
4'
F
(ppm)
70
60
53
50
OCH3
C1/5
N7-CH2
N3-CH2
C6/8
52
51
Allgemeiner Teil
Im Fall von trans-Isomeren, veranschaulicht am Beispiel der Verbindung 24
können keine Konformationsisomere entdeckt werden. Im 1H-NMR-Spektrum (s.
Abb. 46) wird ein voller Signalsatz für jedes Proton detektiert. Die Zuordnung der
einzelnen AB-Systeme der NCH2-Gruppen und der Protonen H6/8 erfolgt über
Interpretation der COSY-, HMQC- und HMBC-Messungen. Im 1H-NMR-Spektrum
ist ersichtlich, dass ebenfalls eine geringe Menge der cis-konfigurierten
Konformationsisomere enthalten ist. Auch im
13
C-NMR-Spektrum (s. Abb. 47)
können keine Konformationsisomere der trans-konfigurierten Verbindung 24
nachgewiesen werden. Es wird für alle Kohlenstoffatome ein voller, einfacher
Signalsatz detektiert. Die aromatischen Kohlenstoffatome werden anhand ihrer
C,F-Kopplungskonstanten zugeordnet. Gut erkennbar ist auch die J4(C,F)Kopplung der Kohlenstoffatome C2/4, welche mit 1.5Hz angegeben werden
kann.
3.2.4.
Synthese
der
2,4-Di-(3-fluorphenyl)-3,7-dimethyl-9-oxo-3,7-diazabi-
cyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure 26
Ausgehend vom 3,7-Dimethyl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredibenzylester 25 sollte durch katalytische Hydrierung die freie 1,5Dicarbonsäure 26 (s. 6.6.2) erhalten werden (s. Abb. 24f), die durch
anschließende Decarboxylierung in das 1,5-unsubstituierte Keton übergehen
sollte. Die Reaktion wird in EtOAc unter Zugabe von Palladium auf Kohle als
Katalysator durchgeführt. Die Hydrierung erfolgt bei Raumtemperatur mit einem
H2-Druck von 2.5bar. Schon nach 2h Reaktionszeit kann kein Edukt mehr im DC
(Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc; RF=0) detektiert werden. Vielmehr existiert
nur noch ein Substanzfleck auf der Höhe des Startpunktes. Nachdem das
Lösungsmittel im Vakuum abdestilliert wurde, wird der Katalysator abfiltriert und
mit viel MeOH gewaschen. Man erhält nahezu quantitativ (93%) die 1,5Dicarbonsäure 26, die sehr leicht in verd. NaOH-Lösung löslich ist. Die
Verbindung liegt gemäß des
1
H-NMR-Spektrums (s. Abb. 48) ebenfalls in
mehreren Konformationsisomeren vor. So können sowohl für die Protonen H2/4
67
1.7746
2.5000
2.4962
2.4539
2.2765
3.3486
3.3347
3.1636
3.0120
2.9874
2.9584
2.9319
4.4654
4.4490
4.4017
4.3859
7.5907
7.5737
7.5459
7.5263
7.3994
7.3830
7.3647
7.3483
7.1709
7.0515
7.0345
6.9821
6.9575
Allgemeiner Teil
CH3
6
5
6*
5*
4*
7
MeOH
8
O
O
HO
N
1*
2*
4
9
3
N
CH3
DMSO
O
OH
1
1'
2
6'
5'
2'
4'
3*
3'
F
N3-CH3
F
N7-CH3
Ar-H
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.8084
2.7126
1.7552
H6/8
2.0798
H2O
2.0000
1.9833
1.0521
0.8400
1.0762
0.8764
0.8989
1.0707
Integral
H2/4
2.0
(ppm)
Abb. 48 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 26 (400MHz; DMSO-d6)
vier Singuletts, als auch für die Protonen H6/8 ein mehrfacher Signalsatz
detektiert werden.
Eine Decarboxylierungsreaktion konnte nicht beobachtet werden. Selbst unter
drastischen Bedingungen in konz. HCl bei 250°C unter Rückfluss konnte nur eine
Zersetzung der 1,5-Dicarbonsäure 26 festgestellt werden, jedoch keine
Decarboxylierung, welche mittels eines mit Ba(OH)2 gefüllten Gärröhrchenaufsatzes auf dem Rückflusskühler detektiert werden sollte. Nach der Regel von
Bredt121 (In Brücken-Bicyclen kann die Ausbildung einer von einem Brückenkopf
ausgehenden Doppelbindung verhindert werden, wenn die Anordnung zu großer
Spannung führt. Bicyclo[x.y.z]alk-1-ene sind nur stabil wenn x+y+z ≥ 7.) ist die
Ausbildung einer Doppelbindung am Brückenkopfatom des vorliegenden
Bicyclononan[3.3.1]-systems, welche essentiell zur Ausbildung der EnolZwischenstufe bei der Decarboxylierung ist, hier grenzwertig noch möglich.
Bislang ist eine erfolgreiche Decarboxylierung einer β-Ketocarbonsäure des
Bicyclo[3.3.1]nonan-typs nur einmal gelungen102. Es handelt sich hierbei um den
68
Allgemeiner Teil
3-Methyl-9-oxo-3-azabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurediethylester, welcher
erfolgreich in konz. HCl über offener Bunsenbrennerflamme 16h unter Rückfluss
zum 1,5-unsubstituierten Keton reagierte. Der Reaktionsmechanismus geht
allerdings wahrscheinlich nicht über die sonst übliche Enol-Zwischenstufe,
sondern über die Bildung eines monocyclischen Intermediats, welches durch
eine Retro-Mannich-Reaktion gebildet wird. Nach erfolgter Decarboxylierung der
monocyclischen Zwischenstufe recyclisiert diese wieder im Sinne einer MannichKondensation103.
Mehrere Versuche wurden unternommen, um analog zu Verbindung 25 die
Verbindung 31 zur 1,5-Dicarbonsäure durch katalytische Hydrierung umzusetzen. Eine Reaktion konnte mit den oben genannten Reaktionsbedingungen
nicht erreicht werden. Auch durch eine Erhöhung des H2-Drucks auf 50bar und
der Temperatur auf 60°C konnte keine Reaktion festgestellt werden. Die
Reaktionslösung verfärbte sich mit zunehmender Zeit dunkel, und auch im DC
(Stat. Phase: bas ALOX; FM: EtOAc) konnte keine Umsetzung registriert werden,
sondern
nur
eine
Zunahme
von
mehreren
Flecken,
welche
durch
Zersetzungsprodukte hervorgerufen wurden. Möglicherweise chelatisiert die
Verbindung 31 den Katalysator, sodass eine Reaktion verhindert wird. Jedoch
kann auch bei einer Zugabe des Katalysators im Überschuss keine Reaktion
zur gewünschten 1,5-Dicarbonsäure erreicht werden.
69
Allgemeiner Teil
3.2.5.
Synthese der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ole 56-62 modifiziert nach104
3.2.5.1. Optimierung der Synthese
Die Synthese der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan9-ole (Triole) 56-62 (s. 6.7.1) sollte durch Reduktion der Aceton-1,3dicarbonsäuredimethylester-Partialstruktur
erreicht
werden.
Problematisch
erweist sich die Reduktion der Methylester in Gegenwart von PyridinSubstituenten. Die einzigen literaturbekannten Synthesen beschränken sich im
Wesentlichen auf die Reduktion von in 2,4-Stellung di-phenyl-105, di-(2methoxyphenyl)-106,
di-(2-methylthiophenyl)-substituierte106
LiAlH4 in THF. Comba et al.
76
9-Oxo-BNDS
mit
gelang die Synthese der Verbindung 60 in zwei
Syntheseschritten, wobei zuerst das Keton an C9 mit NaBH4 in MeOH reduziert
wurde. Dabei entsteht jedoch nicht wie erwartet der sekundäre C9-Monoalkohol,
sondern eine Mischung aus diesem und Verbindungen, bei welchen bereits einer
oder beide Methylester an Position 1,5 zu primären Alkoholen reduziert wurden.
Im anschließenden Schritt wird dieses Gemisch mit LiAlH4 in THF vollständig
reduziert. Als Produkt wird das Triol 60 mit 35%-iger Ausbeute isoliert. Die
Hydroxygruppe an C9 weist hierbei eine syn-Stellung auf, d.h. sie ist dem 2pyridyl-substituierten Piperidinring zugewandt. Ob die schlechte Ausbeute an der
Entstehung von unerwünschten Nebenprodukten durch Reduktion der PyridinSubstituenten liegt, die in der Literatur beschrieben ist107,108, oder ob die
Isolierung
des
Produkts
aus
dem
Hydroxidschlamm,
welcher
bei
der
hydrolytischen Aufarbeitung des LiAlH4-Ansatzes entsteht, die Ursache ist, bleibt
fraglich. Wahrscheinlich tragen beide Gründe dazu bei.
Um diese Probleme zu umgehen, wurde nach einer alternativen Reduktionsmethode gesucht. Als Modellsubstanzen wurden HZ2 und 3FLB verwendet.
Folgende Reduktionsmittel wurden untersucht: LiAlH476, Li(Et)3BH109, K(secBu)3BH110 und NaBH4/MeOH104 (s. Tab. 4). In Bezug auf die untersuchten
Reduktionsmethoden erwies sich die Methode von Soai et al.104 den anderen als
klar überlegen, da nur im Fall von Li(Et)3BH als Reduktionsmittel das gewünschte
70
Allgemeiner Teil
Reduktionmittel
LiAlH4
HZ2 als Edukt
Unübersichtliches
Produktgemisch in
geringer Ausbeute.
3FLB als Edukt
Unübersichtliches
Produktgemisch in
geringer Ausbeute.
Li(Et)3BH
Reaktionslösung verfärbt
sich braun/rot. Keine
Isolierung des Produkts.
24% Verbindung 56 aus
MeOH/H2O; Smt.: 188°C
K(sec-Bu)3BH
Reaktionslösung verfärbt
sich braun/rot. Keine
Isolierung des Produkts.
Unübersichtliches
Produktgemisch in
geringer Ausbeute.
NaBH4/MeOH
60% Verbindung 60 aus
CHCl3; Smt.: 200°C (Zers)
65% Verbindung 56 aus
CHCl3; Smt.: 195°C
Tab. 4 Reduktionsversuche der Verbindungen HZ2 und 3FLB
Produkt isoliert werden konnte.
Somit wurden 10mmol des entsprechenden 9-Oxo-BNDS (HZ2, 3FLB, 21-23, 28,
33) in wasserfreiem THF gelöst und unter Rückfluss mit der 15-fachen Menge an
NaBH4 (5.7g; 150mmol) versetzt. Über einen Zeitraum von 1-2h werden langsam
25ml (617mmol) wasserfreies MeOH zur Reaktionslösung getropft. Dieser
Vorgang wird nach 2h mit 1.9g (50mmol) NaBH4 und 5ml (123mmol) MeOH
gegebenenfalls wiederholt, sofern noch Edukt im DC (Stat. Phase: bas. ALOX;
FM: CHCl3/MeOH 20+5; RF=0.4-0.5) detektiert werden kann. Dies kann
mehrmals bis zur vollständigen Umsetzung erfolgen (s. Abb. 24d). NaBH4
reagiert
bei
langsamer
Zusetzung
von
MeOH
zu
verschiedenen
Alkoxyhydroboraten (BH3(OCH3)-, BH2(OCH3)2-, BH(OCH3)3-), welche eine
höhere Reduktionsstärke aufweisen als NaBH4 und somit zur Reduktion von
Methylestergruppen in der Lage sind.104 Unklar bleibt jedoch, ob alle
Alkoxyhydroborate und in welchem Verhältnis diese bei der Reaktion entstehen.
Die besten Reaktionsausbeuten konnten insbesondere dann erzielt werden,
wenn die eingesetzten Edukte kleine Substituenten an N3 und N7 aufweisen wie
z.B.
HZ2
oder
3FLB.
Im
Fall
der
2,4-di-(3-fluorphenyl)-substituierten
Verbindungen hat man es mit Konformationsisomeren zu tun, deren Anzahl
theoretisch verdoppelt wird durch die syn/anti-Stellung der sekundären Hydroxygruppe an C9. Demzufolge, aber auch da es sich bei den Triolen um extrem
polare Verbindungen handelt, erwies sich die Aufarbeitung v.a. das Um71
Allgemeiner Teil
kristallisieren als nahezu unüberwindliche Hürde. Ein geeignetes Chromatographiesystem zur Trennung der verschiedenen Konfigurations- und Konformationsisomere konnte nicht gefunden werden. Erstaunlicherweise konnte
beim Versuch, Verbindung 58 umzukristallisieren, nicht das trans-Isomer,
sondern das cis-Isomer in einer geringen Menge sauber auskristallisiert werden.
Da das Edukt 22 jedoch nachweislich zu 100% als trans-Isomer vorlag (s.u.),
musste eine geringfügige Isomerisierung im Sinne einer Retro-Mannich-Reaktion
unter diesen Bedingungen ebenfalls stattgefunden haben. Dieses Phänomen
wurde auch von Holzgrabe et al. beobachtet.61,100 Zur weiteren Synthese wurde
3.8323
3.7496
3.7452
3.7225
3.7180
3.6682
3.6315
3.3613
3.2660
3.2616
3.2357
3.2312
2.9768
2.9490
2.8183
2.7868
2.7817
2.4698
4.6746
5.2693
7.2657
7.2600
7.2461
7.0270
7.0207
7.0056
6.9999
6.9866
6.9753
6.9689
6.9532
6.9462
6.8199
6.8010
6.7334
6.7082
jedoch das Rohprodukt der Verbindung 58 eingesetzt.
CH3
6
5
6*
5*
4*
1*
7
OCH3
8
O
O
H3CO
N
4
9
3
N
O
1'
2
6'
5'
2'
2*
N7-CH3
OCH3
1
4'
3*
3'
F
H6/8
F
H2/4
7.6
7.2
6.8
6.4
6.0
5.6
5.2
4.8
4.4
4.0
3.6
3.2
2.8
3.0000
2.0430
1.0068
2.9926
1.1703
1.1002
0.9959
0.9916
0.9934
0.9670
2.1796
8.7278
Integral
8.0
3.0186
1.0124
N3-CH2
Ar-H
2.4
2.0
(ppm)
Abb. 49 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 22 (400MHz; CDCl3)
Abb. 49 zeigt das 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 22, die typischerweise für
eine trans-konfigurierte Verbindung einen einfachen Signalsatz für jedes Proton
aufweist. Im
13
C-NMR-Spektrum (s. Abb. 50) kann ebenfalls ein einfacher
Signalsatz für alle Kohlenstoffatome beobachtet werden. Die aromatischen
Kohlenstoffatome der 3-Fluorphenyl-Substituenten wurden über ihre J(C,F)-
72
72
O
200
20
70
165.0
190
164.0
180
68
163.0
170
66
6
H3CO
6*
5*
162.0
160
150
64
140
62
130
60
58
1*
4*
120
56
O
5
4
110
7
9
3
1
N
2
2*
100
C1/5
54
1'
2'
3*
F
90
52
44.2388
C3'/3*
N
52.7928
52.1963
203.0
53.5929
(ppm)
61.5213
61.4122
C9
64.5254
204.0
66.6348
68.5842
68.5697
67.8277
67.8132
77.4801
77.1600
76.8472
68.5842
68.5697
67.8277
67.8132
66.6348
64.5254
61.5213
61.4122
53.5929
52.7928
52.1963
44.2388
116.5912
116.3658
116.1621
115.9366
115.7111
115.5002
115.0128
114.8019
168.8898
168.3661
164.3510
163.8273
161.9070
161.3760
140.6748
140.6020
138.8927
138.8345
138.3472
130.2005
130.1205
129.8732
129.7932
128.8767
128.1784
127.2764
124.8688
124.8543
124.6506
124.6215
203.4913
Allgemeiner Teil
CH3
8
O
OCH3
6'
5'
3'
4'
F
(ppm)
161.0
(ppm)
80
50
70
48
60
OCH3
C6/8
46
50
40
N7-CH3
N3-CH2
C2/4
(ppm)
44
42
Abb. 50 13C-NMR-Spektrum der Verbindung 22 (100MHz; CDCl3)
73
Allgemeiner Teil
Kopplungen zugeordnet. Gut sichtbar mit 1.5Hz ist auch die J4(C,F)-Kopplung
der Kohlenstoffatome C2/4. Völlig anders sehen die NMR-Spektren der
Verbindung 58 aus. Im 1H-NMR-Spektrum (s. Abb. 51) können für die Protonen
H2/4 zwei Singuletts bei 4.66ppm und 4.71ppm detektiert werden. Die Protonen
H6/8 spalten in ein AB-System aus zwei Multipletts auf. Dies deutet auf einen
doppelten Signalsatz für zwei symmetrische Isomere hin. Ob es sich um zwei
symmetrische Rotationsisomere der aromatischen Substituenten an C2/4 oder
um Sessel/Sessel und Sessel/Wanne-Konformationsisomere handelt, kann nicht
mit Sicherheit festgestellt werden. Dass es sich jedoch um zwei symmetrische
13
Isomere handelt macht das
C-NMR-Spektrum (s. Abb. 52) deutlich, in dem für
das Kohlenstoff-atom C9 zwei Signale gefunden werden können. Im 1H-NMRSpektrum handelt es sich jedoch um jeweils ein Signal für das Proton H9 und
das Proton der C9-OH-Gruppe. Somit kann eine syn/anti-Konfigurationsisomerie
in diesem Fall ausgeschlossen werden. Es handelt sich somit um zwei
3.4699
3.4459
3.4396
3.2944
3.2792
3.2445
3.2325
3.0999
2.3366
2.3076
2.2867
2.2697
2.2362
2.1440
2.1144
2.0904
1.3359
1.3245
1.3081
1.2841
3.9750
4.3292
4.7143
4.6638
7.4469
7.4311
7.4166
7.4014
7.3819
7.3137
7.2941
7.2789
7.2600
7.2101
7.1924
7.1741
7.1464
7.1192
7.0169
6.9967
6.9816
6.9664
symmetrische Rotamere, hervorgerufen durch die Rotationsbehinderung der
CH3
6
N
7
8
9
HO
5
6*
5*
4*
1*
4
OH
3
N
OH
1
1'
2
6'
5'
2'
2*
4'
3*
3'
F
Ar-H
N3-CH2,
MeOH
F
7
CH2O N -CH3
H2/4
C9-OH
H6/8
H9
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
(ppm)
Abb. 51 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 58 (400MHz; CDCl3)
74
3.0
2.5
2.0
2.2221
2.0577
2.8650
3.3356
4.0243
1.9044
1.0001
0.8591
1.8240
4.1489
6.5996
0.7956
1.8975
Integral
OH
1.5
1.0
0.5
81.0
84
4*
80.5
82
180
80
78
OH
4
76
3
N
1
2
2*
170
74
1'
3*
2'
F
160
150
72
70
140
68
130
66
120
CH2OH
64
62
110
60
100
C2/4
58
90
(ppm)
80.0
56
54
80
52
70
50
60
N3-CH2
48
46
41.6712
41.6348
5*
1*
45.3881
6*
7
50.9307
190
5
N
54.5385
6
59.1574
58.9246
58.2190
58.1172
HO
68.2278
200
77.4728
77.1600
76.8400
80.4841
80.3532
59.1574
58.9246
58.2190
58.1172
54.5385
50.9307
45.3881
41.6712
41.6348
80.4841
80.3532
77.4728
77.1600
76.8400
68.2278
117.2532
117.0495
116.9186
116.7003
114.5764
114.4891
114.3582
114.2709
113.8636
113.7981
113.6599
113.5944
164.9110
163.6527
162.4816
161.2232
144.3699
144.3044
144.1953
144.1298
144.0571
143.9989
143.9189
143.8607
135.5467
130.5569
130.5424
129.7932
129.7132
129.6259
129.5459
128.9931
128.9058
128.2948
128.1638
127.7711
127.7420
127.7201
126.8109
125.8944
Allgemeiner Teil
CH3
8
9
OH
6'
5'
3'
4'
F
(ppm)
50
44
40
C9
C6/8
C1/5
N7-CH3
MeOH
(ppm)
42
40
Abb. 52 13C-NMR-Spektrum der Verbindung 58 (100MHz; CDCl3)
75
Allgemeiner Teil
der Aromaten. Die Zuordnung der Konfiguration der C9-OH-Gruppe erfolgt
mittels selektiver 1D-NOESY-Messungen, die im Abschnitt 3.2.9 näher
beschrieben werden.
3.2.6.
N-Debenzylierung zu den 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen 63-65
Ein Äquivalent des entsprechend N-benzyl-substituierten Triols 57-59 wird in
MeOH mit einem halben Äquivalent 10% Pd/C versetzt. Man hydriert bei
Raumtemperatur mit 50bar H2-Druck (s. Abb. 24e). Die Reaktion wird mittels DC
(Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAC/EtOH 1:1; RF=0.2-0.4) kontrolliert. Nach
ca. 3h ist die Reaktion beendet. Aufgrund der vorher diskutierten Anzahl an
möglichen Isomeren (s. 3.2.3.3 und 3.2.5) konnte nur in geringen Mengen das
gewünschte debenzylierte Triol 63-65 (s. 6.7.2) durch Kristallisation isoliert
3.7002
3.6889
3.4161
3.4029
3.3965
3.3839
3.3763
3.3574
3.3239
3.3006
3.0954
3.0853
3.0689
2.6193
2.6054
2.5922
2.5802
2.5619
2.5000
2.1932
2.1767
2.1060
2.0846
1.9318
1.9027
4.1428
4.6605
4.6492
4.4951
4.4528
4.4421
4.4314
4.3493
4.3366
4.3240
7.1658
7.1443
7.1235
7.1020
7.0825
7.0604
6.9271
6.9215
6.9057
6.9013
6.8848
werden.
H2O
CH3
H2/4 OH
8
9
1*
4*
4
3
1'
2
N
H
5'
H6/8
4'
3*
3'
F
N7-CH3,
Aceton
6'
2'
2*
H9
C9-OH
OH
1
F
5.0
4.8
4.6
4.4
1.6926
6*
5*
OH
0.9100
5
0.8015
HO
1.0428
7
0.8150
N
0.9495
6
DMSO
4.2
4.0
3.8
3.6
(ppm)
CH2O
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
(ppm)
Abb. 53 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 64 (400MHz; DMSO-d6)
76
3.0
2.5
0.8917
3.0000
0.5661
2.5781
1.8583
2.6465
1.6926
0.9100
0.9495
0.8150
1.0428
0.8015
0.9623
4.7147
0.9235
2.2262
Integral
Ar-H
2.0
1.5
74
HO
6*
5*
72
150
70
140
68
66
130
64
62
1*
4*
120
60
N
7
C3'/3*
5
OH
4
3
N
H
58
1
2
2*
110
1'
2'
3*
F
100
56
90
54
80
52
70
C2/4
50
48
46
41.9640
40.4583
40.1455
39.9419
39.7746
39.7309
39.5200
39.3091
39.1054
38.8945
6
46.2046
160
160.0
58.3155
57.1444
57.1226
161.0
62.4470
170
162.0
63.5744
163.0
64.6582
0
66.2657
71.2992
71.2992
66.2657
64.6582
63.5744
62.4470
58.3155
57.1444
57.1226
46.2046
41.9640
40.4583
40.1455
39.9419
39.7746
39.7309
39.5200
39.3091
39.1054
38.8945
129.7077
129.6277
128.2239
128.1438
125.3798
125.3507
124.1069
124.0851
115.9603
115.7493
114.8110
114.6001
113.5163
113.3126
113.2908
111.9306
111.7196
147.9795
147.9213
144.4517
144.4299
144.3862
144.3571
163.1235
162.6507
160.7086
160.2649
Allgemeiner Teil
CH3
8
9
OH
6'
5'
3'
4'
(ppm)
F
(ppm)
60
50
44
40
C1/5
C6/8
N7-CH3
CH2O
C9
(ppm)
42
40
Abb. 54 13C-NMR-Spektrum der Verbindung 64 (100MHz; DMSO-d6)
77
Allgemeiner Teil
Versuche, die Verbindung 61 durch katalytische Hydrierung zu debenzylieren,
führten nicht zum Erfolg. Bei Raumtemperatur und 50bar H2-Druck konnte keine
Umsetzung zum entsprechend debenzylierten Produkt festgestellt werden. Eine
Erhöhung der Temperatur führte schon bei 60°C zu einer Zersetzung des
Edukts, jedoch in keinem Fall zur gewünschten Umsetzung.
Abb. 53 und Abb. 54 zeigen die 1H- und
13
C-NMR-Spektren der Verbindung 64,
die den für eine C2/4-trans-konfigurierte Verbindung charakteristischen vollen
Signalsatz für jedes Proton/Kohlenstoffatom aufweist. Die Signale für die
Protonen H2/4 sind verbreitert, was auf eine Rotationsbehinderung der
aromatischen Substituenten hindeutet. Im
13
C-NMR-Spektrum kann für das
Kohlenstoffatom C9 nur ein Signal detektiert werden, sodass es sich um nur ein
Isomer handeln kann.
3.2.7.
Synthese der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 66-69 modifiziert nach111
3.2.7.1. Optimierung der Synthese
Die reduktive Umsetzung von 9-Oxo-BNDS zu deren epimeren 2,4-Diaryl-9hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurediestern
(9-OH-BNDS)
ist in der Literatur beschrieben worden. Als Reduktionsmittel wird hierbei NaBH4
ver-wendet. Ursprünglich geht diese Reaktion auf Haller und Unholzer112 zurück,
die durch Verwendung von Dioxan/H2O als Lösungsmittel eine ungewöhnliche
Stereoselektivität erreichen konnten. Sie isolierten selektiv immer nur das synIsomer (s. Abb. 63) bezogen auf den höher substituierten Piperidinring. Die
Stellung der Hydroxygruppe an C9 wurde mit Hilfe des Nuclear Overhauser
Enhancement (NOE) bewiesen.
Später wurde die Reaktion von Haller und Holzgrabe (Ashauer)113,114,115 auf
wasserfreies MeOH als Lösungsmittel erweitert, die dadurch in einigen Fällen
das andere Isomer angereichert und im Falle von 3-Oxa-7-azabicyclo[3.3.1]nonan-9-onen105,114,115 teilweise durch Kristallisation isolieret werden
konnte. Durch Auswertung der
78
13
C-NMR-Spektren der erhaltenen Isomere wurde
Allgemeiner Teil
auf deren Konfiguration geschlossen. So wurde über den γGauche/γAnti-Effekt der
Kohlenstoffatome
C2/4
bzw.
C6/8
und
die
jeweils
zu
beobachtende
Hochfeldverschiebung die Konfiguration der Hydroxygruppe an C9 zugeordnet.
Dabei wurde dem isolierten Reduktionsprodukt der Reduktion in Dioxan/H2O die
anti-Konfiguration zugewiesen, was in Opposition zu den Ergebnissen von Haller
und Unholzer steht. Dies konnte ebenfalls mit Hilfe von Röntgenstrukturanalysen
von 6-Hydroxy-8,9-di-(2-pyridyl)-1,3-diazaadamantan-5,7-dicarbonsäuredimethylester bestätigt werden.116 Auf das Problem der Zuordnung der einzelnen
epimeren Alkohole wird in 3.2.9 näher eingegangen.
Um die von Comba und Mitarbeitern76 beobachtete partielle Reduktion der
Methylestergruppen durch NaBH4 zu umgehen, wurde als milderes Reduktionsmittel NaBH3(CN) verwendet111. Man setzt ein Äquivalent des entsprechenden 9Oxo-BNDS (HZ2, 3FLB, 32, 33) mit einem halben Äquivalent NaBH3(CN) in
MeOH bei Raumtemperatur um (s. Abb. 24g). Da die Reaktion sehr vom pHWert
abhängig ist, weil sie H+-Ionen verbraucht, wird eine Spatelspitze
Bromkresolgrün zur Reaktionslösung gegeben. Ist die Reaktionslösung gelb
gefärbt, beträgt der pH-Wert der Lösung ca. 3-4. Verfärbt sich die Lösung nach
grün, steigt der pH-Wert über 4, worauf mit der Zugabe kleiner Mengen 1M HCl
in MeOH gegengesteuert wird. Die Reaktion ist nach ca. 2-12h beendet. Nach
extraktiver und säulenchromatographischer Aufarbeitung erhält man den
gewünschten 9-OH-BNDS (s. 6.8.1) als syn/anti-Gemisch.
Abb. 55 zeigt ein typisches 1H-NMR-Spektrum des syn/anti-Gemisches von
Verbindung 67. Die Zuordnung über die Konfiguration der Isomeren beruht auf
dem Vergleich der chemischen Verschiebung der Signale der beiden jeweiligen
Isomeren 67a und 67b, welche durch Säulenchromatographie getrennt wurden
(s. 3.2.7.2.2) und auf selektiven 1D-NOESY-Messungen, welche im Abschnitt
3.2.9 näher erläutert werden. Charakteristisch für das anti-Isomer ist das eng
zusammen-fallende AB-System der Protonen H6/8 und die Tieffeldverschiebung
von H9. Bezeichnend für das syn-Isomer ist das weit aufgespaltene AB-System
der Protonen H6/8 und die Tieffeldverschiebung der axialen H2/4-Protonen.
Dieses Phänomen konnte bei allen 9-OH-BNDS beobachtet werden.
79
80
3.10
3.00
2.90
2.80
2.70
2.60
2.50
5.0
2.40
4.5
H6/8
syn
2.30
4.0
syn
2.20
3.5
syn
N7-CH3
2.10
2.00
1.8801
5.5
1.4652
6.0
1.9609
3.0
(ppm)
1.90
Abb. 55 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 67 (syn:anti 50:50) (400MHz; CDCl3)
1.4744
1.4742
1.1644
1.5334
1.4652
1.0076
1.0393
1.0090
0.4170
OH
syn
1.9963
syn anti
3'
1.5334
H3'
1.1644
CH3
N
6.0093
8
2.0272
2
2.0942
N
2'
1.4742
6.5
1
1.4321
4
3
2.1870
9
0.9491
5
1.4744
7.0
OH
0.4739
0.4762
O
2.3650
2.3347
7.5
7
1.0090
8.0
N
2.4723
6
2.5026
N
1.0393
2.0330
H3CO
2.6251
H5'
2.6567
2.8101
8.5
H4'
2.0441
1.0130
0.9827
2.0020
Integral
H6'
1.0076
0.4170
Integral
2.8101
2.6567
2.6251
2.5026
2.4723
2.3650
2.3347
2.1870
2.0942
2.0272
1.9963
1.9609
1.8801
3.6435
3.6296
4.0962
4.7901
4.7794
4.6272
5.0130
7.8952
7.7278
7.7241
7.7190
7.7089
7.7051
7.7001
7.6963
7.6862
7.6811
7.6767
7.2600
7.1653
7.1495
7.1350
7.1192
Allgemeiner Teil
CH3
O
OCH3
OCH3
1'
6'
4'
5'
H2/4
H9
anti,
anti H2/4 H9 syn
syn
(ppm)
2.5
2.0
N3-CH3
anti
anti
H6/8
anti
OH
anti
1.80
1.70
Allgemeiner Teil
3.2.7.2. Chromatographische Trennung der syn/anti-Isomere
3.2.7.2.1. Trennung der Isomeren 66a und 66b
CH3
6
N
7
CH3
8
OH
O
6
O
N
7
8
O
O
9
H3CO
5
4
9
3
N
1
OCH3
H3CO
2
4
CH3
OH
3
N
1
OCH3
2
CH3
F
F
5
F
F
66a
66b
Abb. 56 Verbindung 66a (anti) und 66b (syn)
Während der Synthese des Isomerengemisches 66 wurden bei der regulären
Reaktionskontrolle des Ansatzes im DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: CHCl3;
RF=0.55 (66a), RF=0.9 (66b)) zwei Flecke festgestellt. Zuerst war die Annahme
naheliegend, dass es sich bei dem Fleck mit RF=0.9 um das Edukt handelt.
Jedoch auch nach Verlängern der Reaktionszeit und mehrmaliger Zugabe von
NaBH3(CN) ließ dieser nicht an Intensität nach. Nachdem der Ansatz durch
Extraktion aufgearbeitet war, und eine Probe gegen das Edukt 3FLB aufgetragen
wurde, konnte ein minimaler Unterschied im RF-Wert zu 3FLB (RF=0.95)
beobachtet werden. Basierend auf dem zur Reaktionskontrolle verwendeten DCSystem wurden beide Fraktionen durch präparative Säulenchromatographie
getrennt. In den 1H-NMR-Spektren (s. Abb. 57) wird deutlich, dass es sich bei
den beiden Fraktionen um die jeweiligen epimeren Alkohole 66a/b handelt.
Erstaunlich ist die sehr deutliche Auftrennung der beiden Alkohole auf der
stationären Normalphase, die bei den analogen Isomeren 67a/b nicht erreicht
werden konnte. Die stereochemische Zuordnung der Hydroxygruppe an C9
wurde durch selektive 1D-NOESY-Messungen vorgenommen, welche im
Abschnitt 3.2.9 näher erläutert werden.
81
82
8.0
7.5
7.0
H3CO
6*
4*
5*
Ar-H
6.5
1*
5
2*
4
6.0
7
OH
3
N
CH3
66a
Ar-H
H6/8
H2/4
6.0
5.5
O
1
2
1'
F
5.5
5.0
2'
3*
4.5
66b
5.0
4.5
4.0
4.0
3.5
(ppm)
3.5
Abb. 57 1H-NMR-Spektren der Verbindungen 66a/b (400MHz; CDCl3)
3.0
3'
4'
3.0
2.5
OCH3
6'
H2/4
2.5
2.8402
F
2.2735
2.2438
2.2211
2.1724
2.1415
1.8385
3*
0.7555
1.8793
2.9229
2'
1.8776
CH3
OCH3
2.7971
6
N
2
1'
2.8793
1.9581
6.5
N
1
2.9610
2.9295
2.8979
2.8764
2*
3
O
5.6328
4*
4
9
8
1.9164
7.0
5
3.6145
3.5854
3.5798
5*
1*
5.8901
6*
OH
2.0358
H3CO
7
4.1613
0.9266
O
N
0.9284
4.6626
4.6398
4.4296
4.3759
2.0380
2.0491
1.2517
0.7475
1.9154
Integral
6
1.9134
0.9215
7.5
4.0410
1.2461
7.3427
7.3187
7.2600
7.2164
7.1969
7.1811
7.1773
7.1615
7.0081
6.9891
6.9746
6.9525
6.9285
8.0
0.7710
1.9427
Integral
2.7255
2.6952
2.6712
2.4635
2.4553
2.4420
2.4326
2.4244
2.3802
2.3492
2.3025
2.2779
2.2608
1.8018
3.6303
3.6240
3.5981
3.5880
3.8759
3.8203
4.6531
4.6398
7.3875
7.3673
7.3459
7.2600
7.2183
7.1981
7.1836
7.1792
7.1640
6.9929
6.9721
6.7555
6.7366
6.6981
6.6747
Allgemeiner Teil
CH3
N3-CH3
OCH3
6'
5'
3'
4'
F
N7-CH3
OH
H2O
H9
(ppm)
2.0
2.0
1.5
CH3
8
9
O
N3-CH3
5'
H6/8
F
N7-CH3
H9
H2O
OH
Allgemeiner Teil
3.2.7.2.2. Trennung der Isomeren 67a und 67b
CH3
6
N
7
CH3
8
OH
O
6
O
N
7
8
O
O
9
H3CO
N
5
4
9
3
N
1
2
OCH3
N
H3CO
N
5
4
OH
3
N
CH3
CH3
67a
67b
1
2
OCH3
N
Abb. 58 Verbindung 67a (anti) und 67b (syn)
Stat. Phase
bas. ALOX (ALOX-25 UV254;
0.25mm; 60Å; BET: 200m2/g;
Macherey & Nagel)
Fließmittel
CHCl3
CHCl3/EtOAc 1:1
CHCl3/EtOAc 1:1.5
EtOAc
EtOAc/EtOH 1:1
Trennerfolg
nein (RF=0.19)
nein (RF=0.26)
nein (RF=0.25)
nein (RF=0.29)
nein (RF=0.80)
SiO2 (Polygram SIL G/UV254;
0.2mm; 60Å; BET: 500m2/g;
Macherey & Nagel)
CHCl3/EtOAc 1:1.5
CHCl3/C.Hex.*/EtOH 10:10:1105
CH2Cl2/Aceton/NH3 60:40:2105
CHCl3/C.Hex.*/EtOH 10:10:5
nein (RF=0.18)
nein (RF=0.33)
nein (RF=0.43)
nein (RF=0.49)
Cellulose (HPTLC Cellulose
F254S; Merck)
CHCl3
Cyclohexan
Petrolether 40/60
nein (RF=1.0)
nein (RF=1.0)
nein (RF=1.0)
SiO2-CN (HPTLC CN F254S;
Merck)
CHCl3
CHCl3/EtOH 10:1
CHCl3/EtOH 10:5
nein (RF=0.29)
nein (RF=0.57)
nein (RF=0.80)
RP18-SiO2 (HPTLC RP-18
F254; Merck)
MeOH
CH3CN
MeOH/H2O 70:30
MeOH/H2O 95:5
ja (RF1=0.69; RF2=0.57)
nein (RF=0.37)
nein (RF=0.45)
nein (RF=0.67)
Tab. 5 DC-Vorversuche
*: Cyclohexan
Zur Entwicklung einer Trennmethode der Isomeren 67a/b wurden Vorversuche
auf verschiedenen DC-Systemen durchgeführt, um einen geeigneten Ausgangspunkt zur Optimierung zu haben. Es wurden verschiedene Normalphasen als
auch RP-Phasen mit unterschiedlich polaren Fließmitteln untersucht, die in Tab.
5 zusammengefasst sind.
83
Allgemeiner Teil
Die einzige, erfolgreiche Antrennung der beiden epimeren Alkohole gelang auf
RP18-SiO2 mit MeOH als Fließmittel. Deshalb wurde dieses System als
Ausgangspunkt für die weitere Methodenentwicklung herangezogen. Die
Entwicklung der RP-SiO2-DC-Platten erfolgte in einer waagerechten DCKammer. Ab einem Wasseranteil von mehr als 30% war eine Entwicklung der
DC-Platten nicht mehr möglich. Aus diesem Grund wurde die Methode auf einem
HPLC-System entwickelt. Dieses war wie folgt aufgebaut:
Pumpe
: Bischoff-HPLC-Pumpe Modell 2200
Integrator
: Hewlett Packard HP3394
Säule
: LiChrocart LiChrosphere RP-18 (125x4mm I.D.; 5µm;
nicht endcapped) (Merck)
Fließmittel
: MeOH / Phosphatpuffer 20mM pH9.55, 55:45 (V/V)
Injektionsmenge
: 4µg
Flussrate
: 1ml/min
Detektion
: UV 254nm (Knauer UV-Detektor)
Das Fließmittel wurde mit unterschiedlichen Pufferanteilen und unterschiedlichen pH-Werten variiert. Die beste Trennung als Kompromiss aus Peakbreite
und Retentionszeit konnte mit oben genanntem Fließmittel erreicht werden.
Dieses HPLC-Trennsystem konnte anschließend zur präparativen Trennung auf
ein Mitteldruck-Flashchromatographiesystem mit folgenden Eckdaten übertragen
werden:
Stat. Phase
: LiChroprep RP-18 (40-63µm mesh) (Merck)
Säulenabmessungen : 370 x 25mm
Fließmittel
: MeOH / Phosphatpuffer 20mM pH9.55 55:45 (V/V)
Auftragemenge
: 100mg
Flussrate
: 8.5ml/min bei 1.8bar (N2)
Detektion
: UV 254nm (Knauer UV-Detektor)
84
Allgemeiner Teil
Verb. 67a/b Lauf 3
1400
1200
1000
Abs
800
600
400
200
0
0
-200
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200
Peak B
Peak A
Zeit in min
Abb. 59 Chromatogramm der Trennung von Verbindung 67a/b mittels Flashchromatographie
Abb. 59 zeigt beispielhaft anhand von Lauf 3 ein Chromatogramm, das mit dem
Flashchromatographiesystem erhalten wurde. Das Eluat wurde innerhalb der Zeit
von 61min-93min gesammelt (Peak A: 67a). Das Eluat zwischen 93min-115min
wurde als Mischfraktion verworfen. Das Eluat zwischen 115min-178min wurde
getrennt gesammelt (Peak B: 67b). Analog Lauf 3 wurden insgesamt 14 Läufe
durchgeführt. Die getrennten Eluate von Peak A und Peak B jedes einzelnen
Laufes wurden ad hoc aufgearbeitet wie in Abschnitt 6.8.3 beschrieben. Eine
kleine Probe der erhaltenen Feststoffe wurde jeweils mittels 1H-NMR analysiert,
ob die Trennung erfolgreich verlaufen ist. Da die NMR-Proben jeweils sehr stark
verdünnt sind, macht sich die im CDCl3 enthaltene Salzsäure bemerkbar, und es
wird immer ein "zweiter" Signalsatz detektiert, der vom korrespondierenden
Hydrochlorid hervorgerufen wird. Aus diesem Grund wurden die Proben mit
deuteriertem Benzol als Lösungsmittel vermessen.
85
86
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5
4
H4'
H5'
5.5
N
7
O
OH
3
N
2
CH3
5.5
5'
67a
H4'
H2/4
5.0
4.5
1
2'
5.0
1'
N
3'
H2/4
OH
4.5
4.0
(ppm)
4.0
Abb. 60 1H-NMR-Spektren der Verbindungen 67a/b (400MHz; C6D6)
3.5
8
3.5
3.0
3.0
2.5
4'
5'
67b
2.5
3.0219
3'
2.9426
CH3
1'
N
2.0497
2.0257
1.8881
2
0.4653
N
2'
3.8882
H5'
1
2.0
3.1049
6
3
5.3675
N
4
8
2.7669
2.7354
6.0
9
6.0000
CH3
1.9882
H3CO
5
3.4431
N
OH
6.1467
H3CO
7
4.1680
O
N
1.9242
0.9736
6
0.9981
H6' H3'
6.5
5.2640
5.1257
7.0
0.9302
2.0000
2.0772
1.8993
1.9503
Integral
H3'
6.6915
6.6789
6.6757
6.6631
6.6612
6.9605
7.5
2.3238
3.2224
8.0
7.3557
7.2635
7.2490
7.2452
7.2301
7.2257
7.1600
8.5
8.1096
8.0900
8.4202
8.4101
H6'
1.9430
2.0384
Integral
1.8224
2.0257
2.7335
2.7032
2.6741
2.6445
2.3730
3.5025
4.4451
5.0746
6.6871
6.6745
6.6713
6.6688
6.6587
6.6568
6.9599
7.9688
7.9498
7.3551
7.2490
7.2452
7.2295
7.2257
7.2099
7.1600
7.1101
8.4051
8.3950
Allgemeiner Teil
OCH3
O
OCH3
6'
4'
N3-CH3
N7-CH3
H6/8
H9
OH
(ppm)
2.0
CH3
OCH3
9
O
OCH3
6'
N7-CH3
N3-CH3
H6/8
H9
Allgemeiner Teil
Abb. 60 zeigt die 1H-NMR-Spektren der Verbindungen 67a/b. Die Zuordnung der
Konfiguration der Hydroxygruppe an C9 erfolgt mittels selektiven 1D-NOESYMessungen, welche in Abschnitt 3.2.9 erläutert werden.
3.2.8.
Synthese der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 70-76
Die Synthese der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester (9-OAc-BNDS) 70-76 (s. 6.9.1) erfolgt formal durch Umsetzung von einem Äquivalent des entsprechenden 9-OH-BNDS (66a, 67a, 6769) mit einem Äquivalent des entsprechenden Carbonsäurechlorids und Zusatz
von 1.5 Äquivalenten 1,8-Diazabicyclo[5.4.0]undec-7-en (DBU) als Hilfsbase in
wasserfreiem CHCl3 bei Raumtemperatur (s. Abb. 24h). Im Fall der 9-OAc-BNDS
70a und 71a werden als Edukt die diastereomerenreinen 9-OH-BNDS 66a und
67a eingesetzt. Die restlichen Verbindungen 72-76 werden mit den Diastereo-
merengemischen 67-69 entsprechend synthetisiert. Einzige Ausnahme stellt die
Synthese der Verbindung 76 dar, welche nicht nach der obigen Methode
zugänglich war. Hier musste das relativ unreaktive Decanoylchlorid mit Hilfe von
Zinkstaub als Lewissäure aktiviert werden.126,127 Erklärt wird dies durch den
starken +I-Effekt der Alkylkette des Decanoylchlorids, welche den elektrophilen
Charakter der Carbonylgruppe abschwächt, sodass dieser unzureichend für eine
Reaktion mit der Hydroxygruppe an C9 des 9-OH-BNDS ist.
Bei der Synthese der Verbindungen 74 und 76 konnte jeweils nur ein Epimer
isoliert werden, obwohl in beiden Fällen das Diastereomerengemisch 67 als
Edukt
eingesetzt wurde. In den übrigen Fällen, bei welchen die jeweiligen
Diastereomerngemische zur Synthese eingesetzt wurden, konnte bezogen auf
die Isomerenverhältnisse ein vergleichbares Diastereomerengemisch als Produkt
isoliert werden. Da die 9-OAc-BNDS 74 und 76 nach säulenchromatographischer Reinigung durch Kristallisation in nur geringer Ausbeute (13% und
15%) erhalten wurden, ist es nicht auszuschließen, dass das jeweils andere
Epimer ebenfalls entstanden ist, jedoch nicht isoliert werden konnte.
87
Allgemeiner Teil
Unerklärlich ist ebenfalls die erfolglose Acetylierung der 9-OH-BNDS 66b und
67b zu den entsprechenden Produkten 70b und 71b, zumal Verbindung 67 als
Diastereomerengemisch nach der allgemeinen Synthesevorschrift problemlos
zum Gemisch 71 acetyliert werden konnte. Repräsentativ für die Verbindungen,
welche als Diastereomerengemisch isoliert werden konnten, wird das 1H-NMRSpektrum des Gemischs 71 (s. Abb. 62) betrachtet. Die Zuordnung der
jeweiligen Isomeren erfolgt über deren Isomerenverhältnis und durch Vergleich
des 1H-NMR-Spektrums der diastereomerenreinen Verbindung 71a (s. Abb. 61).
2.4761
2.4452
2.3126
2.2817
2.1996
1.9616
1.9414
3.6921
4.3810
6.1223
8.4678
8.4577
7.9817
7.9614
7.7518
7.7474
7.7329
7.7285
7.7133
7.7095
7.2600
7.1912
7.1887
7.1760
7.1729
7.1602
7.1577
Dieses wurde mit Hilfe von selektiven 1D-NOESY-Messungen (s. 3.2.9)
CH3
6
N
7
8
OR
O
H3CO
N
5
4
9
3
N
OCH3
O
OCH3
1
2
CH3
2'
COCH3
1'
N
3'
5'
N7-CH3
4'
R=COCH3
H6/8
H2/4
8.5
8.0
H5'
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.9808
2.9664
1.9897
2.9246
1.9800
5.9915
1.9495
0.9857
H9
2.0069
2.2428
H3' H4'
1.9934
1.9887
Integral
H6'
N3-CH3
6'
2.0
(ppm)
Abb. 61 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 71a (anti) (400MHz; CDCl3)
untersucht und konnte als das anti-Isomer identifiziert werden. Wie auch schon
für die 1H-NMR-Spektren der 9-OH-BNDS beobachtet, zeichnen sich die antiIsomere durch das eng zusammenfallende AB-System der H6/8-Protonen und
einer noch deutlicheren Tieffeldverschiebung des Protons H9 aus. Für die synIsomere ist ein weit aufgespaltenes AB-System für die Protonen H6/8 und eine
Tieffeldverschiebung der Protonen H2/4 charakteristisch.
88
2.90
2.80
2.70
2.60
2.50
2.40
5.0
4.5
2.30
4.0
2.20
3.5
2.10
3.0
2.00
2.5
4.9620
1.0597
1.0902
1.2135
1.6644
2.1478
H9
anti syn
0.8257
3'
4.9620
H6/8
syn
OCH3
anti
2.0001
1.9774
1.9723
1.9527
1.9325
5.5
1'
N
6.1473
CH3
2'
2.1125
2
2.1402
1
2.1478
O
2.1914
N
8
1.6644
6.0
3
1.0256
4
9
0.7314
H3'
syn anti
OR
2.2438
6.5
5
7
2.2741
N
N
1.2135
O
2.3057
7.0
0.3587
H3CO
2.4382
2.0906
6
1.0902
1.0597
7.5
0.5077
H5'
2.4692
8.0
H4'
2.0889
0.9608
1.0701
2.0554
Integral
H6'
2.6845
2.7167
8.5
0.8257
Integral
2.7167
2.6845
2.4692
2.4382
2.3057
2.2741
2.2438
2.1914
2.1402
2.1125
2.0001
1.9774
1.9723
1.9527
1.9325
3.6820
3.5911
4.3721
4.6133
5.4543
6.1147
8.4583
8.4508
8.0599
8.0397
7.9734
7.9539
7.7443
7.7253
7.7064
7.2600
7.1823
7.1798
7.1741
7.1647
7.1552
7.1520
Allgemeiner Teil
CH3
OCH3
syn
OCH3
6'
4'
5'
R=COCH3
H2/4
syn anti
(ppm)
2.0
N3-CH3 COCH3
syn anti anti
N7-CH3
COCH3 anti syn
syn
H6/8
anti
(ppm)
1.90
Abb. 62 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 71 (syn:anti 45:55) (400MHz; CDCl3)
89
Allgemeiner Teil
3.2.9.
Stereochemie der sekundären Alkoholfunktion an C9
Durch die Reduktion des Ketons an C9 zum sekundären Alkohol können zwei
Konfigurationsisomere entstehen. Zum einen das syn-Isomer, welches sich
dadurch
auszeichnet,
dass
die
sekundäre
Hydroxygruppe
zum
höher
substituierten Piperidinring zeigt, und zum anderen das anti-Isomer, bei dem die
Hydroxygruppe über dem nieder-substituierten Piperidinring steht (s. Abb. 63).
HO
9
H
H
R
R
R
1
N
R
3
Ar
H
6
2
4
Ar
1
5
H
H
H
H
8
N
7
R
2
Ar
1
2
4
H
1
R
syn
R
5
H
H
OH
9
N
3
Ar
H
6
H
H
8
N
7
H
R
2
anti
Abb. 63 syn/anti-Isomerie der C9-OH-Gruppe
Um die Stereochemie der C9-OH-Gruppe zu bestimmen, wurden selektive 1DNOESY-Messungen durchgeführt, bei denen selektiv das Proton H9 angeregt
wurde. Diese Messungen erscheinen sinnvoll, da die zu erwartenden Effekte
zwischen dem Proton H9 und H2/4 bei anti- und H9 und H6/8 bei synKonfiguration aufgrund der enormen Rigidität des bicyclischen Ringsystems und
der räumlichen Nähe der zu betrachtenden Protonen relativ ausgeprägt sein
müssen.
3.2.9.1. Der NOE-Effekt
Um den NOE-Effekt (Nuclear Overhauser Enhancement) auch Kern-OverhauserEffekt genannt, verstehen zu können, muss im Folgenden auf die Grundlagen
der NMR-Spektroskopie näher eingegangen werden. Der NOE-Effekt beruht auf
Dipol-Dipol-Wechselwirkungen von räumlich benachbarten Spinsystemen A und
X, welche homo- als auch heteronuklear sein können. Eine skalare Kopplung
zwischen beiden ist nicht erforderlich. Wird die Resonanz des Spinsystems von
A durch selektive Anregung gesättigt, so kann vor allem bei kleinen Molekülen
90
Allgemeiner Teil
mit kleinem τc (Korrelationszeit für die Reorientierung des Moleküls) eine
Zunahme der Signalintensität des benachbarten Spinsystems X beobachtet
N4
(1)
X
A
N3
N3'
A
N4'
(2)
X
N1
N2
W0
N2'
W2
N1'
Abb. 64 Energieniveauschemata der Spinsysteme A und X im Ausgangszustand (1) und im
angeregten Zustand (2) durch Anregung des Spinsystems A.
werden. Durch die selektive Anregung des Spinsystems A werden die Besetzungsverhältnisse N3 (β(A), α(X)) zu Lasten von N1(α(A), α(X)) und N4(β(A),
β(X)) zu Lasten von N2(α(A), β(X)) erhöht, was formal durch die schwarzen
Balken angezeigt wird (s. Abb. 64(1)). Ein höherer Balken bedeutet eine höhere
Besetzungszahl. α symbolisiert den Grund- und β den angeregten Zustand des
jeweiligen Spinsystems. Die Intensität eines NMR-Signals ist proportional zum
Besetzungsunterschied des angeregten und nicht angeregten Zustand Nα-Nβ. Da
die selektive Anregung von Spinsystem A das Gleichgewicht von (1) stört,
versucht dieses durch den Doppelquantenübergang W2 das Besetzungsverhältnis von N1' zu Lasten von N4' zu erhöhen (s. Abb. 64(2)). Dies hat zur
Folge, dass die Besetzungsunterschiede N1'-N2' und N3'-N4' vergrößert werden,
sodass sich dadurch die Intensität des Signals für X erhöht. Ebenfalls versucht
das Gleichgewicht der Störung durch den Nullquantenübergang W0 entgegenzuwirken, wodurch sich das Besetzungsverhältnis von N2' zu Lasten von N3'
erhöht. Dadurch verkleinern sich die Besetzungsunterschiede N1'-N2' und N3'-N4',
was eine Abnahme der Intensität des NMR-Signals für X zur Folge hat. Die
Differenz beider Relaxationsprozesse W2-W0 ergibt die Signalverstärkung durch
den NOE-Effekt. In der Regel überwiegt der Übergang W2 bei kleinen Molekülen,
91
Allgemeiner Teil
bei Makromolekülen überwiegt W0. Die Differenz W2-W0 auch Kreuzrelaxation
genannt wird in Lösung durch folgende Gleichung beschrieben:
2
2
1
⎛ µ ⎞ 1⎛ h ⎞
W2 − W0 = ⎜ 0 ⎟ ⎜ ⎟ γ 2A γ 2X τc 6
r
⎝ 4 π ⎠ 2 ⎝ 2π ⎠
µ0
: Magnetische Feldkonstante
h
: Planck'sches Wirkungsquantum
γ
: Gyromagnetisches Verhältnis
τc
: Korrelationszeit für die molekukare Reorientierung
r
: Abstand der untersuchten Kerne
Somit ist die Signalverstärkung durch den NOE-Effekt proportional zum Kehrwert
der sechsten Potenz des Abstandes beider Kerne. Das bedeutet, dass der NOEEffekt nur bei definierter, räumlicher Nähe gut messbar ist. Dies ist bei den
Molekülen, die hier betrachtet werden, gegeben (s. Abb. 63). Durch die Rigidität
des bicyclischen Ringsystems sind die Abstände der Protonen H9 und H2/4 des
anti-Isomers und H9 und H6/8ax des syn-Isomers konstant im Bereich von 2.5Å
(Berechnet mit Hilfe von DS-Viewer Pro 5.0 in Bezug auf Cyclohexan).
3.2.9.2. Selektive 1D-NOESY-Messungen
Zur Bestimmung der absoluten Konfiguration an C9 wurden selektive 1DNOESY-Messungen durchgeführt. Diese spezielle Form der NOE-Messung
wurde erstmals von Stonehouse und Mitarbeitern entwickelt.117 Üblicherweise
wurden NOE-Effekte bis dahin mittels NOE-Differenzmessungen untersucht, bei
denen ein Kontrollspektrum vom Spektrum, bei dem ein Signal selektiv angeregt
wurde, subtrahiert wird. Die resultierenden Differenzspektren zeigen demnach
prinzipiell nur die Signale des angeregten Spinsystems und die der Spinsysteme,
welche damit kreuzrelaxieren. In der Praxis werden jedoch "unsaubere" Spektren
erhalten, da die Subtraktion anfällig ist, und teilweise erhebliche Artefaktsignale
hervorbringt, die eine Differenzierung von den durch Kreuzrelaxation erzeugten
92
Allgemeiner Teil
d1
p12
: Delay
: Powerlevel des
sel. Puls
sp12 : Pulsform
d8
: Mischzeit
Gz
: Feldgradient in
z-Richtung
SPFGE
NOESY
Aquisition
Abb. 65 Pulsdiagramm des selektiven 1D-NOESY-Experiments
Signalen erschwert. Bei der selektiven 1D-NOESY-Messung wird auf eine
Subtraktion von Spektren verzichtet. Die NOE-Effekte werden direkt gemessen.
In Abb. 65 ist die dreiteilige Pulssequenz des 1D-NOESY-Experiments
dargestellt. Zuerst wird durch eine SPFGE-Sequenz (Single Pulsed Field
Gradient Excitation) das interessierende Spinsystem angeregt. Dies geschieht
durch einen 90°x-High-Power-Puls, der alle Spinsysteme in y-Richtung phasiert.
Diese werden durch Anlegung des Gradienten G1z dephasiert. Ein selektiver
180°x-Puls invertiert die Phase des interessierenden Spinsystems in die -yRichtung. Ein weiterer Feldgradient G1z dephasiert alle anderen Spinsysteme,
bis auf das angeregte Spinsystem, vollständig, sodass für diese keine
transversale Restmagnetisierung resultiert. Anschließend werden durch die
typische NOESY-Sequenz die NOE-Effekte, welche auf In-Phase-PolarisationTransfer des angeregten Spinsystems auf räumlich benachbarte Systeme
übertragen werden, detektiert. Die Feld-gradienten G2z und G3z dienen lediglich
zur "Reinigung" der detektierten Signale.
Mit Hilfe dieser Technik ist es möglich, NOE-Spektren von exzellenter Qualität zu
erhalten, da auf Subtraktion von Spektren verzichtet wird und daraus
resultierende Differenzartefakte nicht auftreten. NOE-Effekte von weniger als
0.1% können noch detektiert werden, da das Signal-Rausch-Verhältnis (SNR)
um das 1.5-fache besser ist als bei herkömmlichen NOE-Differenzmessungen. In
93
Allgemeiner Teil
der Praxis beobachtet man jedoch leicht schlechtere SNR aufgrund von
Diffusionseffekten, die während der Mischzeit D8 auftreten.117
Im resultierenden 1D-NOESY-Spektrum sind neben dem umgekehrt phasierten,
angeregten Signal für H9 die Intensitätsänderungen der Signale der in
Wechselwirkung stehenden Spinsysteme zu sehen. Da es sich hier um kleine
Moleküle handelt, müssen die NOE-Effekte stets in positiver Phase zum
angeregten Signal detektiert werden. Zur Abschätzung der maximal möglichen
Mischzeit D8 wird die Spin-Gitter-Relaxationszeit T1 des jeweiligen angeregten
H9-Signals ermittelt. Dies geschieht durch Messungen nach der Spin-RecoveryMethode. Hierbei wird das Spinsystem des zu betrachtenden Signals mit einem
180°x'-Puls angeregt. Nach einer Wartezeit D7 (im Bereich von ms) wird ein
90°x'-Puls eingestrahlt, der die Restmagnetisierung Mz in die y'-Richtung lenkt.
Die Wartezeit, bei der die Restmagnetisierung My'=0 ist, lässt auf die
Relaxationszeit T1 schließen, da T1=D7/ln2. Mischzeiten, die größer sind als die
Relaxationszeit T1 des angeregten Signals, sind nicht sinnvoll, da NOE-Effekte
darüberhinaus durch Verlust von Magnetisierung, wieder abnehmen. Deshalb:
D8 ≤ T1.
94
Allgemeiner Teil
3.2.9.2.1. Probenvorbereitung
Verb.
Stoffklassse
Einwaage [mg]
70a
71a
76
56
58
60
61
63
64
65
9-OAc-BNDS
9-OAC-BNDS
9-OAC-BNDS
Triol
Triol
Triol
Triol
Triol
Triol
Triol
16.3
15.4
11.7
12.4
15.7
12.4
14.7
10.2
11.9
12.7
Stoffmenge
[µmol]
31.6
31.9
20.0
29.6
31.7
32.3
31.9
25.2
29.4
32.5
Solvens
CDCl3
CDCl3
CDCl3
DMSO-d6
CDCl3
CDCl3
CDCl3
DMSO-d6
DMSO-d6
CDCl3
Tab. 6 Probenvorbereitung
Alle zu untersuchenden Verbindungen wurden in Standard-NMR-Röhrchen
(180x5mm) eingewogen und mit dem entsprechenden Lösungsmittel zu 5cm
aufgefüllt. Alle Proben wurden mit Argon 15min lang entgast.
3.2.9.2.2. Diskussion der Messergebnisse
In Tab. 7 sind die Ergebnisse der selektiven 1D-NOESY-Messungen aufgelistet.
Beispielhaft werden die Spektren der Messungen der Verbindung 71a (s. Abb.
66) als Vertreter der 9-OAc-BNDS und die Spektren von Verbindung 60 (s. Abb.
67) als Vertreter der Triole aufgeführt.
Verb.
Selekt. Puls
T1(H9) [ms]
70a
71a
76
56
δ (H9)
[ppm]
5.92
6.12
6.13
4.01
265ms/8Hz/75dB
265ms/8Hz/75dB
265ms/8Hz/75dB
265ms/8Hz/75dB
1230
1300
1250
360
58
3.98
265ms/8Hz/75dB
520
60
3.85
265ms/8Hz/75dB
500
61
4.08
265ms/8Hz/75dB
540
63
4.15
265ms/8Hz/75dB
360
64
3.69
265ms/8Hz/75dB
360
NOE
(D8 [ms])
H2/4 (700)
H2/4 (700)
H2/4 (700)
H6/8ax; CH2O;
CH2OH; C9-OH
(360)
H6/8ax; CH2O;
C9-OH (520)
H6/8ax; CH2O
(500)
H6/8ax; CH2O
(540)
H6/8ax; CH2O;
C9-OH (360)
H6/8ax; CH2O;
C9-OH (520)
Konfiguration
anti
anti
anti
syn
syn
syn
syn
syn
syn
Tab. 7 Ergebnisse der sel.1D-NOESY-Messungen
95
Allgemeiner Teil
CH 3
N
6
H 3 CO
8
7
OR
O
9
5
N
O
OCH 3
1
3
4
2'
2
N
CH 3
1'
N
6'
3'
5'
4'
R=COCH 3
H9
H2/4
a
b
c
d
e
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
ppm
Abb. 66 sel. 1D-NOESY-Spektren der Verbindung 71a (anti) (a: 1H-NMR-Spektrum 400MHz,
CDCl3; b: selektive Anregung von H9; c: D8=300ms; d: D8=500ms; e: D8=700ms)
CH 3
6
N
7
8
9
HO
N
5
OH
OH
1
3
4
N
CH 3
2'
2
1'
N
6'
3'
5'
4'
H9
CH2O
H6/8ax.
a
b
c
d
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
ppm
Abb. 67 sel. 1D-NOESY-Spektren der Verbindung 60 (syn) (a: 1H-NMR-Spektrum 400MHz,
CDCl3; b: selektive Anregung von H9; c: D8=300ms; d: D8=500ms)
96
Allgemeiner Teil
Als Konsequenz zu den Ergebnissen aus Tab. 7 ergibt sich die Zuordnung der
Stereochemie der Edukte der gemessenen Verbindungen, da die Stereochemie
an C9 nachträglich nicht mehr verändert wurde. Innerhalb der Gruppe der 9-OHBNDS und 9-OAc-BNDS erfolgt die Zuordnung der syn/anti-Isomere der nicht
explizit
vermessenen
Verbindungen
durch
Vergleich
der
chemischen
Verschiebungsmuster der Protonen H6/8, H2/4 und H9 im 1H-NMR-Spektrum
und der Verschiebungen der Kohlenstoffatome C6/8, C2/4 und C9 im
13
C-NMR-
Spektrum (s. 6.8, 6.9). Innerhalb der Gruppe der Triole können keine Regelmäßigkeiten bezüglich der chemischen Verschiebungen im 1H- und
13
C-NMR-
Spektrum gefunden werden. Deshalb muss die Zuordnung der Stereochemie an
C9 bei jeder einzelnen Verbindung durch NOE-Messungen belegt werden.
Interessant dabei ist, dass für alle Triole eine syn-Konfiguration der C9-OHGruppe gefunden wird, lediglich die Zuordnung von Verbindung 62 konnte nicht
erreicht werden, da die Signale für die Protonen H9 und C9-OH überlagern.
Aufgrund der vielen möglichen Konfigurations- und Konformationsisomere (s.
3.2.3.3), bedingt durch die als Edukte zur Synthese eingesetzten 9-Oxo-BNDS,
war die Aufarbeitung der Triole erheblich erschwert. In der Regel konnten nur
kleine Mengen durch Kristallisation gewonnen werden. Da die NMR-Spektren der
Rohprodukte sehr unübersichtlich sind, kann demnach nicht ausgeschlossen
werden, dass bei der Reduktion auch das anti-Isomer entstehen kann. Bei den
Verbindungen 59 und 65 wurden
HO
9
H
H
R
R
R
1
R
N
3
H
6
2
4
Ar
C1
5
H
H
Ar
H
N
7
H
C8
H
2
R
6
2
4
Ar
R
C1
5
H
H
1
R
N
3
Ar
H
syn
anti
C
8
C
8
C
1
C
1
OH
γ Anti
nacheinander
OH
9
γ Gauche
H
H
C8
H
2
7 R
N
die
Protonen
H9,
H6/8ax und H2/4 selektiv angeregt
und sel.1D-NOESY-Messungen mit
D8-Zeiten im Bereich von 300-700ms
durchgeführt. Es konnten keine NOE-
OH
Effekte gefunden werden. Somit kann
bei diesen Verbindungen über die
Stereochemie der Substituenten an
C9 keine Aussage gemacht werden.
Abb. 68 γGauche- und γAnti-Effekt
Nachfolgend in Tab. 8 ist die Vor-
97
Allgemeiner Teil
gehensweise bei der stereochemischen Aufklärung der Substituenten an C9 der
Verbindungen 56-76 dargelegt. In Bezug auf Abschnitt 3.2.7, in dem die
Problematik der Stellung der OH-Gruppe der 9-OH-BNDS angedeutet wurde,
kann jetzt Klarheit bezüglich der widersprüchlichen Ergebnisse von Haller und
Unholzer112 gegenüber denen von Holzgrabe und Mitarbeitern113 geschaffen
werden. Beide Arbeitsgruppen isolierten nach Reduktion von HZ2 mit NaBH4 in
Dioxan/H2O gemäß den angegebenen NMR-Daten und in Übereinstimmung mit
den Ergebnissen dieser Arbeit das anti-Isomer des 9-Hydroxy-3,7-dimethyl-2,4di-(2-pyridyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester
67a
bzw. das N3-H, N7-Methyl-Derivat. Somit kann die von Holzgrabe und
Mitarbeitern
getroffene
Zuordnung
des
anti-Isomers
über
Hochfeldver-
schiebungen der Kohlenstoffatome C6/8 als Folge des γGauche-Effekts (s. Abb. 68)
der C9-OH-Gruppe bestätigt werden. Gerade bei Substituenten an C9 mit
erhöhter Elektronegativität wie -OH, -F, -NH2 können mit grosser Wahrscheinlichkeit auch hochfeldverschiebende γAnti-Effekte zu den Kohlenstoffatomen C6/8 beobachtet werden, die auf hyperkonjugative oder Wechselwirkungen der rückwärtigen Orbitallappen des bindenden Cγ- mit denen des CαOrbitals zurückgeführt werden können (s. Abb. 69).88
H
H
β
O
Cγ
Cα
β
C
O
C
α
C
1
Abb. 69 Mögliche Modelle für das Auftreten von negativen γAnti-Effekten
1 : Hyperkonjugative Wechselwirkung
2 : Wechselwirkung der rückwärtigen Orbitallappen
98
C
γ
2
Allgemeiner Teil
Verb.
ermittelt durch
Verb.
56
Stereochemie
an C9
syn
ermitelt durch
67a
Stereochemie
an C9
anti
sel.1D-NOESY
57
syn
Edukt von 63
67b
syn
Vergleich mit 67a
58
syn
sel.1D-NOESY
68
**
59
*
*
69
Vergleich mit 69a/b
60
syn
sel.1D-NOESY
69a
anti:syn
40:60
anti:syn
40:60
anti
61
syn
sel.1D-NOESY
69b
syn
**
62
*
*
70a
anti
sel.1D-NOESY
63
syn
sel.1D-NOESY
71
Vergleich mit 71a
64
syn
sel.1D-NOESY
71a
anti:syn
55:45
anti
65
*
*
72
***
66
Vergleich mit 66a/b
73
66a
anti:syn
60:40
anti
Edukt von 70a
74
anti:syn
40:60
anti:syn
40:60
anti
66b
syn
Vergleich mit 66a
75
***
67
anti:syn
50:50
Vergleich mit 67a/b
76
anti:syn
45:55
anti
Edukt von 71a
**
sel.1D-NOESY
***
***
sel.1D-NOESY
Tab. 8 Übersicht über die stereochemische Zuordnung an C9
* : Konnte nicht mit sel.1D-NOESY-Messungen zugeordnet werden.
** : Vergleich mit dem Verschiebungsmuster der 9-OH-BNDS
*** : Vergleich mit dem Verschiebungsmuster der 9-OAc-BNDS
99
Allgemeiner Teil
3.3.
Pharmakologische Testung
Zur Bestimmung der Aktivität der Testsubstanzen muss sowohl die Rezeptoraffinität als auch bei ausreichender Affinität zu einem der Opioidrezeptoren (OR),
die Rezeptoraktivität durch entsprechende In-vivo-Testmodelle untersucht
werden. Die Rezeptoraffinität wurde an den drei OR µ, κ und δ bestimmt. Der
Vergleich der ermittelten Rezeptoraffinitäten lässt Rückschlüsse auf die
Selektivität der einzelnen Testsubstanz im Hinblick auf die getesteten
Rezeptoren zu.
3.3.1.
Bestimmung der Rezeptoraffinität
Die Rezeptoraffinität der Testsubstanzen wurde mit Hilfe von Radioligandbindungsstudien bestimmt.118 Dabei wird eine Gewebepräparation, welche den
Rezeptor in großer Menge enthält, verwendet. Diese Präparation kann entweder
direkt aus Modellorganismen gewonnen und aufbereitet werden oder man
verwendet Zellkulturen, welche gezielt das klonierte Gen des gewünschten
Rezeptors in hohem Ausmaß exprimieren. Diese Präparation wird mit einem für
den jeweiligen Rezeptor hoch spezifischen, radioaktiv-markierten Liganden
inkubiert. Meist kommen Tritium-markierte Liganden zum Einsatz. Nach dem
Erreichen des Bindungsgleichgewichtes wird der Ansatz mehrmals gewaschen,
um unspezifische Bindung des radioaktiv-markierten Liganden zu eliminieren.
Anschließend wird mit einer bestimmten Konzentration der unmarkierten
Testsubstanz
inkubiert.
Dadurch
wird
abhängig
von
der
Affinität
der
Testsubstanz zum Rezeptor der markierte Ligand vom Rezeptor verdrängt. Das
den verdrängten Liganden enthaltene Inkubationsmedium wird entweder durch
Filtration oder durch Zentrifugation von der Präparation abgetrennt. Das Ausmaß
der Verdrängung wird mit Hilfe eines Szintillationszählers, der die verbleibende
Restradioaktivität der Präparation misst, ermittelt. Grundvoraussetzungen für die
Durchführung eines derartigen Assays sind folgende Bedingungen, welche
gleichermaßen für den Radioligand, als auch für die Testsubstanz gelten:
100
Allgemeiner Teil
1. Reversible Bindung zwischen Ligand und Rezeptor.
2. Ligand und Rezeptor müssen spezifisch miteinander agieren.
3. Die Rezeptor-Ligand-Interaktion muss sättigbar sein.
4. Die Bindung des Liganden zum Rezeptor sollte im Idealfall linear mit seiner
Gesamtkonzentration korreliert sein.
Die pharmakologische Testung der im Rahmen dieser Arbeit synthetisierten
Testsubstanzen erfolgte mit Zellmembranpräparationen von unterschiedlich
transfizierten CHO-K1-Zellkulturen (Chinese Hamster Ovary), welche µ-OR bzw.
κ-OR exprimieren oder HEK293-Zellkulturen (Human Embryonic Kidney), welche
spezifisch
δ2-OR
exprimieren.
Alle
Testsubstanzen
wurden
in
einer
Konzentration von 1µM eingesetzt. Als Radioliganden kamen [3H]-Naloxon (µOR), [3H]-CI977 (Enadolin) (κ-OR) und [3H]-D-Ala-Deltorphin (δ2-OR) jeweils in
einer Konzentration von 1nM zum Einsatz.
3.3.2.
Bestimmung der In-vivo-Aktivität
Abgesehen von der Rezeptoraffinität einer Testsubstanz zum biologischen Zielsystem, wie in diesem Fall den OR, ist es unabdingbar zu überprüfen, ob eine
affine Testsubstanz ebenfalls in der Lage ist, eine biologische Wirkung zu
erzielen, also nach erfolgter Bindung an den Rezeptor eine Signaltransduktion in
Gang zu setzen. Zusätzlich zu der Information, inwiefern ein Ligand Affinität zum
OR zeigt, wird somit aufgezeigt, ob es sich um einen Liganden mit agonistischer
oder antagonistischer Wirksamkeit handelt.
Da die im Rahmen dieser Arbeit synthetisierten Verbindungen mit dem Ziel
hergestellt wurden, am κ-OR hoch affin und im optimalen Fall auch selektiv zu
binden, um damit verbunden zur Behandlung von starken Schmerzen eingesetzt
werden zu können, wurden diese am Tiermodell bezüglich ihrer intrinsischen,
analgetischen Wirkung getestet. Da man abhängig vom Entstehungsort des
Schmerzreizes in somatische und viszerale Schmerzen differenziert, wurden als
Schmerzmodelle der Tail-Flick- und der Phenylchinon-Writhing-Test gewählt. Im
Tail-Flick-Test wird ein somatischer und im Phenylchinon-Writhing-Test ein
101
Allgemeiner Teil
viszeraler Schmerzreiz imitiert, der in Abhängigkeit zur vorangegangenen
Applikation der Testsubstanz einen messbaren Effekt des Modelltieres
hervorruft.
Tail-Flick-Test:
Durch Einstrahlen eines Hitzestrahls von maximal 12s auf den Schwanzansatz
des Versuchstieres (hier: Mäuse) wird ein somatischer, thermischer Schmerzreiz
erzeugt. Gemessen wird hierbei die Zeit, die verstreicht, bis das Versuchstier den
Schwanz wegzieht. Ist dem Versuchstier vorher eine analgetisch wirksame
Substanz appliziert worden (i.v. oder p.o.), so wird im Vergleich zur Kontrollgruppe, in Abhängigkeit von der Wirkstärke der Substanz, ein größerer Zeitwert
gemessen.
Phenylchinon-Writhing-Test:
Intraperitoneale Applikation von Phenylchinon führt beim Versuchstier (hier:
Mäuse) zu messbaren, typischen Krümm- und Streckbewegungen. Diese werden
innerhalb eines vorgegebenen Zeitintervalls gezählt. Durch vorherige Gabe einer
analgetisch wirksamen Substanz verringert sich die Anzahl dieser Bewegungen
signifikant gegenüber der Kontrollgruppe. Ausgewertet wird die Anzahl der Tiere
innerhalb einer Gruppe, bei der die Applikation einer Testsubstanz zu einer
Verringerung der Krümm- und Streckbewegungen geführt hat.
3.3.3.
Diskussion der Testergebnisse
Seitdem die analgetische Aktivität der 9-Oxo-BNDS durch Holzgrabe und
Mitarbeitern61,62 entdeckt wurde, wurden zahlreiche Verbindungen dieses Typs
innerhalb
unseres
Arbeitskreises
synthetisiert
und
pharmakologisch
charakterisiert.65,66,67 Insbesondere wurde die Verbindung HZ2 hinsichtlich ihrer
pharmakologischen Aktivität am κ-OR am besten untersucht.63 HZ2 bindet mit
einer Affinität von Ki=15nM am κ-OR und weist eine Selektivität von mindestens
1:100 und 1:1000 gegenüber dem µ-OR und δ-OR auf. Diese Ergebnisse wurden
102
Allgemeiner Teil
anhand von Radioligandbindungsstudien an Rattenhirnhomogenaten mit [3H]Naloxon (µ-OR), [3H]-Cl-DPDPE (δ-OR) und [3H]-Cl-977 (κ-OR) als Radioliganden erhalten. HZ2 stellte sich ebenfalls in zahlreichen Untersuchungen als
analgetisch wirksame Substanz heraus, was in verschiedenen In-vivoExperimenten an Mäusen, Ratten und Kanninchen gezeigt werden konnte. Im
Tail-Flick-, Phenylchinon-Writhing-, Hot-Plate-, Formalin- und Randall-SelittoTest erwies sich HZ2 dosisabhängig und signifikant als wirksam, wobei in allen
Tests eine maximale analgetische Wirkung erreicht werden konnte. Die sonst für
opioide Analgetika üblichen Nebenwirkungen wie Obstipation, Atemdepression
oder physische Abhängigkeit konnten nur in geringem Maß festgestellt werden.
Einzig die durch HZ2 hervorgerufene dosisunabhängige Emesis in Frettchen
verhinderte eine Weiterentwicklung von HZ2 als Arzneimittel. Dennoch
repräsentiert HZ2 bis heute die Klasse der 9-Oxo-BNDS als Referenzverbindung in Bezug auf die pharmakologische Aktivität als selektiver κ-ORAgonist. Um neue dem HZ2 pharmakologisch ebenbürtige oder überlegene
Verbindungen folgen zu lassen, wurden eine Reihe von strukturellen Variationen
am 3,7-Diazabicyclononan-9-on-Grundgerüst vorgenommen. Diese beinhalteten
Änderungen der Substituenten an Position 2/4, N3, N7 als auch die Synthese
von Salzen des HZ2, von quarternären Ammoniumsalzen von N7-substituierten
analogen Derivaten von HZ2.65,66,67,68 Von all diesen Verbindungen konnte
lediglich bei den 2,4-di-(3-fluorphenyl)-, 2,4-di-(3-hydroxyphenyl)-, 2,4-di-(4methoxyphenyl)-substituierten 3,7-Dimethyl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan1,5-dicarbonsäuredimethylestern eine dem HZ2 vergleichbare Affinität zum κ-OR
gefunden werden mit Ki-Werten von ca. 20nM.65 Jedoch zeigten diese
Substanzen bei In-vivo-Untersuchungen keine analgetische Aktivität, sodass
man hier aller Wahrscheinlichkeit nach entweder von Antagonisten ausgehen
muss, oder aber die Bioverfügbarkeit war im Tiermodell zu gering, als dass eine
Wirkung erzielt werden konnte. Unabhängig davon, ob an Position N3 oder N7
ein von einer Methylgruppe abweichender Substituent eingeführt wurde67,68, ging
die Affinität zum κ-OR fast, bis vollständig verloren. Docking-Studien am
Rezeptormodell des κ-OR von Brandt und Mitarbeitern119 belegen ebenfalls,
103
Allgemeiner Teil
dass HZ2 sehr straff innerhalb der Bindungstasche durch zwei Salzbrücken
fixiert ist. Dadurch ist das Raumangebot für Substituenten an N3 oder N7 sehr
stark eingegrenzt.
Die einzigen aus pharmakologischer Sicht verbleibenden, sinnvollen Variationsmöglichkeiten waren eine möglichst radikale Verkleinerung des HZ2-Grundgerüstes durch formale Spaltung der 1,5-Dicarbonsäuredimethylester, formale
Demethylierung an N3 und/oder N7 oder Reduktion des C9-Ketons und/oder der
Methylester in Position 1/5. Zudem sollten die 9-OH-BNDS durch Acylierung
weiter derivatisiert werden. Diese Variationen wurden ausgehend von den beiden
Verbindungen HZ2 und 3FLB realisiert, da diese die beiden Vertreter mit der
höchsten Affinität zum κ-OR darstellen.
Nachfolgend sind in Tab. 9 die Ergebnisse der Radioligandbindungsexperimente
aufgeführt. Alle Testsubstanzen wurden in einer Konzentration von 1µM
eingesetzt. Die experimentelle Durchführung der Assays ist im Experimentellen
Teil unter Abschnitt 6.10.1 beschrieben. Die Strukturformeln der getesteten Verbindungen sind dem Anhang (s. 7.1.3-7.1.6) zu entnehmen.
Durch die formale Hydrolyse der 1,5-Dicarbonsäuredimethylester von 3FLB zur
freien 1,5-Dicarbonsäure 26 geht die Affinität zum κ-OR vollständig verloren,
sodass vermutet werden kann, dass die Ester essentiell für die Wechselwirkung
zum Rezeptor ist. Bestätigt wird dies durch die Ergebnisse der Triole, bei
welchen durch die Reduktion der Aceton-1,3-dicarbonsäuredi-methylesterstruktur
des HZ2-/3FLB-Grundgerüsts (Verbindungen 56, 60, 63-65) die Affinität
ebenfalls vollständig verloren geht. Wird lediglich das C9-Keton reduziert, so
geht im Fall der 3FLB-analogen Verbindungen 66a (anti) und 66b (syn) die
Affinität zum κ-OR weitestgehend verloren, wohingegen bei den HZ2-analogen
Verbindungen 67a (anti) und 67b (syn) eine hohe Affinität zum κ-OR festgestellt
werden kann. Wird das Diastereomerengemisch 67 acetyliert, so kann bei dem
resultierenden Diastereomerengemisch 71 die Affinität zum κ-OR aber auch zum
µ-OR weiter erhöht werden. Vergleicht man die Ergebnisse der Verbindungen
67a/b, 67, 71 und 71a untereinander, so scheint die moderate Affinität zum µ-OR
des Diastereomerengemisches 71 ausschließlich durch das syn-Isomer hervor-
104
Allgemeiner Teil
Verb.
Klasse
HZ2
9-Oxo-BNDS
3FLB
25
26
27
31
56
60
63
64
65
66a
anti
66b
syn
67
syn:anti
50:50
67a
anti
67b
syn
70a
anti
71
syn:anti
45:55
71a
anti
ORL1
(% Inh.)
n. getestet
µ-OR
(% Inh.)
20
δ2-OR
(% Inh.)
<10
9-Oxo-BNDS
9-Oxo-BNDS
Dicarbonsäure
9-Oxo-BNDS
(N7-δ-Adresse)
9-Oxo-BNDS
n. getestet
21
<10
<10
<10
<10
<10
16
<10
<10
<10
<10
κ-OR
(% Inh.)
Ki=0.015µM*
Ki=1.2µM**
Ki=0.026µM***
<10
<10
16
51
<10
62
Triol
Triol
Triol
Triol
Triol
9-OH-BNDS
<10
<10
<10
<10
<10
<10
79
Ki=0.2µM
<10
<10
11
<10
<10
<10
<10
<10
<10
<10
<10
<10
<10
<10
<10
<10
<10
17
9-OH-BNDS
<10
28
<10
38
9-OH-BNDS
<10
24
<10
55
9-OH-BNDS
<10
<10
<10
55
9-OH-BNDS
<10
20
<10
69
9-OAc-BNDS
<10
<10
<10
24
9-OAc-BNDS
<10
45
<10
79
Ki=0.036µM
9-OAc-BNDS
<10
<10
<10
71
Ki=0.029µM
Tab. 9 Ergebnisse der Radioligandbindungsexperimente
* : Rattenhirnhomogenat ([3H]-CI-977)65
** : CHO-K1-Zellen ([3H]-CI-977)67
*** : CHO-K1-Zellen ([3H]-Diprenorphin)65
gerufen zu werden, da das diastereomerenreine Isomer 71a (anti) lediglich eine
ausgezeichnete Affinität zum κ-OR aufweist. Dieselbe Tendenz kann bei den
Vorstufen 67a/b beobachtet werden.
Im Rahmen dieser Arbeit wurden ebenfalls 9-OAc-BNDS-Derivate mit längeren
Acylresten synthetisiert (-CO(CH2)2CH3 und -CO(CH2)8CH3), die jedoch zum
jetzigen Zeitpunkt nicht pharmakologisch charakterisiert wurden. Mit Hilfe dieser
Daten könnte das Raumangebot der Bindungstasche des κ-OR auch in dieser
Richtung noch ausgelotet werden.
105
Allgemeiner Teil
Zusammenfassend lassen sich aus den bisher vorliegenden pharmakologischen
Daten folgende Struktur-Wirkungsbeziehungen für die 3,7-Diazabicyclo[3.3.1]nonanklasse der κ-OR-Liganden ableiten:
1. Das Grundgerüst sollte an Position 2/4 mit 2-Pyridylresten substituiert sein.
2. An Position N3 und N7 dürfen keine Substituenten angebracht sein, die
größer als ein Methylrest sind.
3. Das Molekül sollte an Position 1/5 mit Methylestergruppen versehen sein.
4. Der 3,7-Diazabicyclus kann an Position C9 eine -OH, -OAc oder möglicherweise auch entsprechende, sterisch anspruchsvollere Funktionen besitzen.
5. Die Stellung des Substituenten an Position C9 sollte vorzugsweise antikonfiguriert sein, bezogen auf den höher substituierten Piperidinring.
Diese Ergebnisse korrelieren mit
dem früher postulierten Pharmakophormodell von Holzgrabe und
Brandt119. Mit Hilfe von DockingStudien wurde HZ2 innerhalb der
Bindungstasche
eines
auf
Rinderrhodopsin basierenden κOR auf Wechselwirkungen mit
Aminosäuren
des
Rezeptors
untersucht. HZ2 bindet an der
Rezeptortasche
zwischen
den
extrazellulären Loops zwei und
drei.
Dabei
Salzbrücken
werden
zwei
zwischen
den
Aminosäuren Glu297 und N3 und
Abb. 70 HZ2 innerhalb der Bindungstasche des κ-OR
Glu209 und N7 ausgebildet, die
zu der straffen Fixierung von HZ2 im Rezeptor führen. Die Interaktion von
Glu209 und dem protonierten Stickstoff N7 kann nur dann eintreten, wenn sich
die N+H- und C=O-Gruppen parallel zueinander, bei einer Wannenkonformation
106
Allgemeiner Teil
des Piperidonringes C9C1C8N7C6C5 anordnen. Weiterhin wurde festgestellt,
dass eine bisäquatoriale Stellung der vorzugsweise vorhandenen 2-PyridylSubstituenten notwendig ist für eine hohe Affinität. Weitere Untersuchungen
zeigten einen benachbarten Lys200-Rest zur C9-Ketogruppe, der zur Ausbildung
einer kovalenten Halbaminal-Bindung zu C9 in der Lage ist. Ob diese Interaktion
jedoch unabdingbar für die hohe Affinität zum κ-OR ist, muss noch eingehender
untersucht werden, da die pharmakologischen Ergebnisse der Verbindungen
67a/b deutliche Affinität zum κ-OR belegen, bei gleichzeitigem Fehlen einer C9-
Ketogruppe. Die Carbonsäuremethylester-Gruppen an Position 1/5 sind gemäß
der Docking-Experimente auch in der Lage Wasserstoffbrücken zu Arg202 und
Ser211 auszubilden. Wie die Ergebnisse dieser Arbeit ebenfalls klar belegen,
sind Carbonsäureester wohl auch an der Fixierung innehalb der Bindungstasche
beteiligt. Bei vollständiger Reduktion der Carbonsäureester und der C9-Ketogruppe zu den Triolen 56 (3FLB-Analogon) und 60 (HZ2-Analogon), geht die
Affinität zum κ-OR vollständig verloren. Angesichts der Tatsache, dass jedoch
die dabei entstehenden Hydroxygruppen ebenfalls in der Lage sein müssten als
H-Brücken-Akzeptoren zu fungieren, sodass immerhin eine Restaffinität hätte
beobachtet werden müssen, wirft das Ergebnis neue Fragen auf. Möglicherweise
stimmen entweder die Bindungsabstände der OH-Gruppen zu den Aminosäuren
Arg202 und Ser211 zur Ausbildung von H-Brücken nicht mehr oder aber das
Molekül kann aufgrund der enormen Zunahme an Hydrophilie die Bindungstasche nicht mehr erreichen. Aufschluss darüber können nur weitere DockingExperimente liefern, indem die in dieser Arbeit synthetisierten und pharmakologisch untersuchten 9-OH-, 9-OAc-BNDS und Triole die früheren DockingErgebnisse
und
das
damit
verbundene
Pharmakophormodell
entweder
bestätigen und damit erweitern oder aber widerlegen können.
Mit der vorliegenden Arbeit sind die Variationsmöglichkeiten der Leitverbindung
HZ2 nahezu vollständig ausgeschöpft. Die einzig sinnvolle Strukturvariation
könnte nach erfolgter Auslotung des Raumangebotes in einer stereoselektiven
Einführung von Substituenten an Position C9 des bicyclischen Ringsystems
bestehen. Falls dadurch noch selektivere und affinere κ-OR-Agonisten erhalten
107
Allgemeiner Teil
werden, sollten diese zusätzlich durch weitere Modifikationen eine hinreichende
Hydrophilie aufweisen, sodass sie an der Permeation durch die Blut-HirnSchranke in soweit gehindert sind, als dass sie auschließlich peripher am κ-OR
wirken können und damit für die Therapie inflammatorischer Schmerzen in Frage
kommen. Das zum Teil erhebliche Nebenwirkungsspektrum zentral verfügbarer
κ-OR-Agonisten dürfte eine Einführung in die Schmerztherapie weitestgehend
verhindern.
108
Zusammenfassung
4.
Zusammenfassung
R
2
R
OH
OH
N
O
d
HO
R
R=CH3
Ar
Ar
2
OH
O
OH
N
R
R=CH3
Ar
OCH3
Ar
N
Ar
R
+ R-Cl / - HCl
h
R
N
N
O
O
OH
Ar
1
66-69 (s. 6.8)
CH3
O
O
H3CO
1
HO
2
OR
O
H3CO
N
1
OH
O
g
R=Benzyl
f R1=R2=CH3
Ar=m-F-Phenyl
N
Ar
N
R
HO
O
HZ2, 3FLB (s. 6.2),
21-25, 27-55 (s. 6.6.1)
R1 und/oder
R2=Benzyl
Ar=m-F-Phenyl
R
O
OR
1
2
N
RO
56-62 (s. 6.7.1)
e
R
N
N
Ar
2
OCH3
Ar
N
R
CH3
63-65 (s. 6.7.2)
Ar
1
70-76 (s. 6.9)
F
F
26 (s. 6.6.2)
Abb. 71 Syntheseschema der Zielverbindungen (s. auch Abb. 24)
In der vorliegenden Arbeit wird die Synthese von verschiedenen bicyclischen
Substanzklassen gemäß des folgenden Syntheseschemas (s. Abb. 71) beschrieben. Es wurden verschiedene 2,4-di-(2-pyridyl)- oder 2,4-di-(3-fluorphenyl)substituierte 9-Oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure-diester (9Oxo-BNDS: 21-25, 27-55) synthetisiert, welche
1. teilweise als Vorstufen zur Synthese von 1,5-Di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen (Triole: 56-65) eingesetzt wurden,
109
Zusammenfassung
2. teilweise als Vorstufen zur Synthese von 9-Hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylestern
(9-OH-BNDS:
66-69)
verwendet
wurden, die ihrerseits zu 9-O-Acyl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylestern (9-OAc-BNDS: 70-76) umgesetzt wurden oder
3. als Vorstufe zur Synthese der 9-Oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure 26 dienten.
Die 9-Oxo-BNDS wurden aus den kommerziell erhältlichen Aceton-1,3-dicarbonsäuredimethyl- (ADS-Me), -ethylester (ADS-Et) oder den ADS 1-3 synthetisiert,
die ihrerseits ausgehend von ADS-Me und den entsprechenden Alkoholen durch
Umesterung hervorgehen. Die ADS wurden durch eine Mannich-Kondensation
mit zwei Äquivalenten eines aromatischen Aldehyds und einem Äquivalent eines
primären
Amins
in
MeOH
zu
den
entsprechenden
4-Piperidon-3,5-
dicarbonsäureestern (PDS: 4-20) umgesetzt, die wiederum ebenfalls durch eine
Mannich-Kondensation
mit
zwei
Äquivalenten
Formaldehyd
und
einem
Äquivalent eines primären Amins in THF oder Aceton zu den entsprechenden 9Oxo-BNDS reagieren. Dieser Syntheseschritt wurde hinsichtlich Ausbeute,
Vereinfachung und Beschleunigung der Aufarbeitung optimiert. Die Stereochemie der so erhaltenen 9-Oxo-BNDS, die in Abhängigkeit vom Substitutionsmuster als cis- oder trans-Isomere entstehen, konnte mittels NMR-Spektroskopie
aufgeklärt werden. Der 1,5-Dibenzylester 25 konnte durch katalytische
Hydrierung mit Pd/C als Katalysator in EtOAc zur freien 1,5-Dicarbonsäure 26
umgesetzt werden (s. Abb. 71f).
Die Triole 56-62 wurden ausgehend von den 9-Oxo-BNDS HZ2, 3FLB, 21-24,
28, 33 in einer Eintopfsynthese mittels NaBH4 in THF/MeOH durch Reduktion
hergestellt (s. Abb. 71d). Die N3- und/oder N7-benzyl-substituierten Triole 57-59
wurden mittels katalytischer Hydrierung mit Pd/C als Katalysator in MeOH zu den
entsprechenden NH-substituierten Triolen 63-65 umgesetzt (s. Abb. 71e). Mit
Hilfe von selektiven 1D-NOESY-Messungen konnte die Stereochemie der Triole
bezüglich der Stellung der Hydroxygruppe an C9 zugeordnet werden (s. 3.2.9).
Die 9-OH-BNDS 66-69 wurden durch Reduktion der entsprechenden 9-OxoBNDS HZ2, 3FLB, 32, 33 mit Na(CN)BH3 in MeOH synthetisiert (s. Abb. 71g).
110
Zusammenfassung
Die Reduktion verläuft nicht stereoselektiv, sodass die dabei entstehenden 9OH-BNDS als Diastereomerengemische durch syn/anti-Isomerie der C9-OHGruppe anfallen. Das Diastereomerengemisch 66 konnte durch präparative
Säulenchromatographie in die beiden reinen Isomere 66a (anti) und 66b (syn)
getrennt werden (s. 6.8.2). Das Gemisch 67 konnte durch Entwicklung einer
HPLC-Methode und anschließender Übertragung auf ein Flashchromatographiesystem präparativ in die diastereomerenreinen Isomere 67a (anti) und 67b (syn)
getrennt werden (s. 6.8.3). Die stereochemische Zuordnung der Konfiguration an
C9 wurde durch selektive 1D-NOESY-Messungen erreicht (s. 3.2.9).
Die Synthese der 9-OAc-BNDS 70-76 erfolgte durch Umsetzen des entsprechenden 9-OH-BNDS 66a, 67a, 67-69 mit einer äquimolaren Menge eines
entsprechenden Carbonsäurechlorids und DBU als Hilfsbase in CHCl3 (s. Abb.
71h). Im Fall der Synthese von Verbindung 76 musste das eingesetzte
Decanoylchlorid mit Zinkstaub aktiviert werden. Die Zuordnung der Stereochemie
der so erhaltenen Verbindungen basiert auf selektiven 1D-NOESY-Messungen
(s. 3.2.9).
Die Verbindungen 25-27, 31, 56, 60, 63-66, 66a/b, 67, 67a/b, 70a, 71, 71a
wurden auf pharmakologische Affinität zum κ-Opioidrezeptor (OR) untersucht (s.
3.3). Dadurch konnten die Verbindungen 71, 71a und 67a/b als hochaffine
Liganden des κ-OR identifizert werden. Durch die qualitative Analyse der
Struktur-Wirkungs-Beziehungen, die auf dem Vergleich der pharmakologischen
Daten dieser Arbeit und vorangegangener Arbeiten basiert, konnten folgende
Anforderungen an selektive Liganden des κ-OR mit 3,7-Diazabicyclo[3.3.1]nonan-Grundgerüst ermittelt werden:
1. Das Grundgerüst sollte an Position 2/4 mit 2-Pyridylresten substituiert sein.
2. An Position N3 und N7 dürfen keine Substituenten angebracht sein, die größer
als ein Methylrest sind.
3. Das Molekül sollte an Position 1/5 mit Methylestergruppen versehen sein.
111
Zusammenfassung
4. Der 3,7-Diazabicyclus kann an Position 9 eine -OH, -OAc oder möglicherweise auch entsprechende, sterisch anspruchsvollere Funktionen besitzen.
5. Die Stellung des Substituenten an Position 9 sollte vorzugsweise antikonfiguriert sein, bezogen auf den höher substituierten Piperidinring.
Die Verbindungen 32-55, 62, 68-69, 72-76 wurden vornehmlich als Fe(II)-Chelate
hinsichtlich ihrer katalytischen Aktivität untersucht. Ergebnisse können aus
Gründen der Vertraulichkeit im Rahmen dieser Arbeit nicht präsentiert werden.
112
Summary
5.
Summary
R
2
R
OH
OH
N
O
d
HO
R
R=CH3
Ar
Ar
OH
O
OH
N
R
Ar
OCH3
R
Ar
+ R-Cl / - HCl
h
R
N
N
O
O
OH
N
OR
O
OCH3
N
R
CH3
2
H3CO
Ar
63-65 (s. 6.7.2)
Ar
1
66-69 (s. 6.8)
CH3
HO
1
N
Ar
1
O
O
H3CO
R=Benzyl
f R1=R2=CH3
Ar=m-F-Phenyl
N
Ar
R=CH3
OH
O
g
HZ2, 3FLB (s. 6.2),
21-25, 27-55 (s. 6.6.1)
2
HO
O
N
R
R1 und/oder
R2=Benzyl
Ar=m-F-Phenyl
R
O
OR
1
2
N
RO
56-62 (s. 6.7.1)
e
R
N
N
Ar
2
Ar
1
70-76 (s. 6.9)
F
F
26 (s. 6.6.2)
Abb. 72 Synthetic pathway of the target compounds (s. also Abb. 24)
The aim of the present work was the synthesis of several bicyclic compound
classes as described in the following synthetic pathway (s. Abb. 72). Various 2,4di-(2-pyridyl)- or 2,4-di-(3-fluorphenyl)-substituted 9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarboxylates (9-Oxo-BNDS: 21-25, 27-55) have been synthesized,
which
1. were partially used as templates for the synthesis of 1,5-di-(hydroxymethyl)3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-oles (trioles: 56-65),
113
Summary
2. were partially used as starting compounds for the synthesis of dimethyl-9hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarboxylates (9-OH-BNDS: 6669), which in turn were used for the preparation of dimethyl-9-O-acyl-3,7-
diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarboxylates (9-OAc-BNDS: 70-76),
3. served as starting compound for the synthesis of the 9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarboxylic acid 26.
The 9-Oxo-BNDS were prepared starting from the commercially available dimethyl- (ADS-Me) or diethylacetone-1,3-dicarboxylate (ADS-Et) or the ADS 1-3,
which themselves were synthesized by transesterification of ADS-ME with the
corresponding alcohols. The ADS were converted to the respective 4-piperidon3,5-dicarboxylates (PDS: 4-20) by means of a Mannich-condensation with two
equivalents of an aromatic aldehyde and one equivalent of a primary amine in
MeOH as a solvent. The PDS were subjected to a second Mannich-condensation
with two equivalents of formaldehyde and one equivalent of a primary amine in
THF or acetone to form the corresponding 9-Oxo-BNDS. This step was optimized
with respect to the yields, simplification and acceleration of the refurbishment.
The stereochemistry of the so achieved 9-Oxo-BNDS, which can emerge as cisor trans-isomers dependent on their substitution pattern, was elucidated by
means of NMR-spectroscopy. The dibenzylcarboxylate 25 could be converted to
the free dicarboxylic acid 26 by means of catalytic hydrogenation with Pd/C as
catalyst in EtOAc as solvent (s. Abb. 72f).
The trioles 56-62 were synthesized starting from the the 9-Oxo-BNDS HZ2,
3FLB, 21-24, 28, 33 in a one-pot-reduction-step by means of NaBH4 in
THF/MeOH (s. Abb. 72d). The N3- and/or N7-benzyl-substituted trioles 57-59
were converted to the respective NH-substituted trioles 63-65 by catalytic
hydrogenation with Pd/C in MeOH (s. Abb. 72e). The assignment of the hydroxygroup at C9 was achieved via selective 1D-NOESY measurements (s. 3.2.9).
The 9-OH-BNDS 66-69 were perpared by reduction of of the appropriate 9-OxoBNDS HZ2, 3FLB, 32, 33 with Na(CN)BH3 in MeOH (s. Abb. 72g). The reduction
does not proceed in a stereoselective manner, which in consequence leads to
the isolation of syn/anti-isomers with respect to the hydroxygroup at C9. The
114
Summary
isomeric mixture 66 could be resolved into both pure isomers 66a (anti) and 66b
(syn) by means of preparative column chromatography (s. 6.8.2). The isomeric
mixture 67 was separated in order to obtain the pure isomers 67a (anti) and 67b
(syn) by preparative flash-chromatography (s. 6.8.3). The stereochemical
assignment of the hydroxygroup at C9 was accomplished by selective 1DNOESY measurements (s. 3.2.9).
The synthesis of the 9-OAc-BNDS 70-76 was carried out by reaction of the
respective 9-OH-BNDS 66a, 67a, 67-69 with an equimolar amount of the
congruent acylchloride and DBU as an auxilary base in CHCl3 (s. Abb. 72h). In
the case of compound 76 the deployed decanoylchloride had to be activated with
zinc dust. The stereochemical assignment of the so obtained compounds is
based on selective 1D-NOESY measurements (s. 3.2.9).
The compounds 25-27, 31, 56, 60, 63-66, 66a/b, 67, 67a/b, 70a, 71, 71a were
investigated with respect to their pharmacological affinity to the κ-opioid receptor
(OR) (s. 3.3). Compounds 71, 71a and 67a/b were identified to be highly affine
ligands to the κ-OR. By means of the analysis of structure-affinity-relationships,
which are based upon the comparison of the pharmacological data of the present
work and previous findings, the following prerequisites for high affinity towards
the κ-OR were derived for compounds bearing the 3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonanskeleton:
1. The skeleton at position 2/4 should be substituted by 2-pyridyl moieties.
2. No substituents being larger than a methyl-group should be attached to the
nitrogens N3 and N7.
3. The molecule should carry a methyl carboxylate at positions 1/5.
4. The 3,7-diazabicycle may possess a -OH, -OAc or probably a respective,
even sterically larger substituent at position 9.
5. The orientation of the substituent at position 9 should be preferably of anticonfiguration according to the higher substituted piperidine ring.
115
Summary
The compounds 32-55, 62, 68-69, 72-76 were investigated concerning their
catalytic activity mainly in their Fe(II)-chelate-form. Results cannot be presented
within the limits of the present work.
116
Experimenteller Teil
6.
Experimenteller Teil
6.1.
Allgemeine Angaben
NMR-Spektroskopie:
1
H-NMR-Spektren
: Bruker Avance 400 Spektrometer (400.132MHz)
Interner Standard zur Kalibrierung: Mittelpunkte der
deuterierten Lösungsmittelsignale120 (CDCl3 : 7.26ppm;
DMSO-d6: 2.50ppm; MeOH-d4: 3.31ppm; Benzol-d6:
7.16ppm; Aceton-d6: 2.05ppm)
Digitale Auflösung: 0.25Hz/Punkt
13
C-NMR-Spektren
: Bruker Avance 400 Spektrometer (100.623MHz)
Interner Standard zur Kalibrierung: Mittelpunkte der
deuterierten Lösungsmittelsignale120 (CDCl3: 77.16ppm;
DMSO-d6: 39.52ppm; MeOH-d4: 49.00ppm; Benzol-d6:
128.06ppm; Aceton-d6: 29.84ppm)
Digitale Auflösung: 0.73Hz/Punkt
Zur Beschreibung der Spektren werden folgende Abkürzungen verwendet:
s = Singulett, d = Dublett, dd = Dublett vom Dublett, t = Triplett, td = Triplett von
Dubletts, q = Quartett, br = breites Signal, m = Multiplett, Ar-H = aromatischer
Wasserstoff.
Sofern nichts anderes angegeben ist, sind die Spektren mit CDCl3 als
Lösungsmittel aufgenommen worden.
Alle NMR-Spektren sind nachfolgend in Tabellen angegeben. Sind
chemische Verschiebungen in spaltenübergreifenden Feldern angegeben,
so fallen dort mehrere Signale der das Feld umfassenden Molekülteile
zusammen.
117
Experimenteller Teil
IR-Spektroskopie:
IR-Spektren wurden mit einem Bio-Rad PharmalyzIR Spektrometer aufgenommen. Feststoffe wurden hierbei mittels einer Diamant-ATR-Einheit und
Flüssigkeiten zwischen NaCl-Platten vermessen.
Schmelzpunkte:
Schmelzpunkte wurden mit einer Sanyo-Apparatur (Gallenkamp) MPD350.BM
3.5 gemessen. Alle Werte sind unkorrigiert.
Präparative Säulenchromatographie:
Aluminiumoxid 90 basisch (0.05-0.2mm) (Macherey und Nagel)
Sofern nichts anderes angegeben, wurde die Aktivität des Materials auf Stufe III
eingestellt.
Präparative Flashchromatographie:
Stat. Phase
: LiChroprep RP-18 (40-63µm mesh) (Merck)
Säulenabmessungen : 370 x 25mm
Fließmittel
: MeOH / Phosphatpuffer 20mM pH9.55, 55:45 (V/V)
Auftragemenge
: 100mg
Flussrate
: 8.5ml/min bei 1.8bar (N2)
Detektion
: UV 254nm (Knauer UV-Detektor)
HPLC:
Pumpe
: Bischoff HPLC-Pumpe Modell 2200
Integrator
: Hewlett Packard HP3394
Säule
: LiChrocart LiChrosphere RP-18 (125x4mm I.D.; 5µm;
nicht endcapped) (Merck)
Fließmittel
: MeOH / Phosphatpuffer 20mM pH9.55, 55:45 (V/V)
Injektionsmenge
: 4µg
Flussrate
: 1ml/min
Detektion
: UV 254nm (Knauer UV-Detektor)
118
Experimenteller Teil
Dünnschichtchromatographie (DC):
POLYGRAM-SIL G/UV254 (Macherey und Nagel)
ALOX-25 UV254 (pH9) (Macherey und Nagel)
RP-18 F254 (Merck)
Lösungsmittel und Chemikalien:
Alle Chemikalien, welche für die nachfolgenden Synthesen eingesetzt wurden,
waren analytisch rein. Grundsätzlich wurden getrocknete Lösungsmittel121 verwendet, mit Ausnahme der HPLC, bei der HPLC-Grad MeOH zum Einsatz kam.
Alle Lösungsmittel wurden über Argon als Schutzgas gelagert.
Aceton: Nach Vortrocknen über CaCl2 wird abfiltriert und über CaSO4*0.5H2O
unter Argon destilliert.
Chloroform/Dichlormethan: Nach Vortrocknen über CaCl2 wird über Phosphor(V)oxid unter Argon destilliert.
Diethylether: Nach mehrtägigem Stehen über CaCl2 wird abfiltriert und nach
Zugabe von elementarem Natrium unter Argon destilliert.
Dimethylsulfoxid: Mindestens 24h über Molekularsieb 4Å stehen lassen.
Ethylacetat: Nach mehrtägigem Vortrocknen über CaCl2 wird abfiltriert und über
Phosphor(V)-oxid unter Argon destilliert.
Ethanol/Methanol: Käufliches absolutes Ethanol/Methanol wird über Natrium
unter Argon destilliert.
Tetrahydrofuran: Nach Vortrocknen über KOH wird abfiltriert und über Natrium/
Kalium-Legierung unter Argon destilliert.
Folgende gebräuchliche Abkürzungen werden nachfolgend verwendet:
Diethylether
=
Et2O,
Chloroform
=
CHCl3,
Dichlormethan
=
CH2Cl2,
Dimethylsulfoxid = DMSO, Ethanol = EtOH, Methanol = MeOH, tert. Butanol = tBuOH, Ethylacetat = EtOAc, Tetrahydrofuran = THF, Formaldehyd = HCHO,
Wasser = H2O, Aceton-1,3-dicarbonsäuredimethylester = ADS-Me, Aceton-1,3dicarbonsäurediethylester = ADS-Et.
119
Experimenteller Teil
6.2.
Synthese literaturbekannter Vorstufen
6.2.1.
Synthese
des
1-Methyl-2,6-di-(2-pyridyl)-4-piperidon-3,5-dicarbon-
säuredimethylester PyA modifiziert nach92
O
O
O
H3CO
OCH3
N
N
N
CH3
Zu einer eisgekühlten Lösung aus 28.6ml (300mmol) frisch dest. Pyridin-2-carbaldehyd (70°C, 18mbar), 12.9ml (150mmol) 40%-ige wässriger Methylaminlösung in 150ml MeOH wird innerhalb von 1h eine Lösung aus 22.4ml (150mmol)
ADS-Me in 75ml MeOH getropft. Man lässt den Reaktionsansatz über 0.5h
langsam auftauen. Der Ansatz wird auf 100ml eingeengt und im Kühlschrank bei
+4°C aufbewahrt. Über Nacht kristallisiert PyA aus, wird abfiltriert und mit viel
Et2O gewaschen. Man erhält nach Umkristallisation aus MeOH 48.6g PyA (85%).
Smt: 145°C (Zers.) (Lit.: 158°C (Zers.) (EtOAc/Et2O)92)
6.2.2.
Synthese
des
3,7-Dimethyl-9-oxo-2,4-di-(2-pyridyl)-3,7-diazabicyclo-
[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester HZ2 modifiziert nach122
CH3
N
O
O
H3CO
N
OCH3
N
CH3
120
O
N
Experimenteller Teil
Eine Lösung von 10g (26mmol) PyA in 100ml MeOH wird auf dem Ölbad auf
65°C erhitzt. Man gibt nacheinander 5.6ml (65mmol) 35%-ige wässrige HCHOLösung und 2.5ml (33mmol) 40%-ige wässrige Methylaminlösung hinzu. Der
Reaktionsansatz wird 0.5h bei 65°C gerührt. Reaktionskontrolle erfolgt mittels
DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: THF; RF=0.9). Nachdem die Reaktion beendet
ist, wird der Ansatz auf 50ml eingeengt und bei +4°C aufbewahrt. Über Nacht
kristallisiert HZ2 aus, wird abfiltriert und zuerst mit wenig eiskaltem MeOH,
danach mit viel Et2O gewaschen. Man erhält 7.3g HZ2 (63%). Smt.: 195°C
(Zers.) (Lit.: 185°C (Zers.)122)
6.2.3.
Synthese des 1-Methyl-2,6-di-(3-fluorphenyl)-4-piperidon-3,5-dicarbonsäuredimethylester 3FLA modifiziert nach92
O
O
H3CO
O
OCH3
N
CH3
F
F
Zu einer eisgekühlten Lösung aus 25.5ml (240mmol) 3-Fluorbenzaldehyd und
10.4ml (120mmol) 40%-ige wässrige Methylaminlösung in 150ml MeOH wird
über einen Zeitraum von 0.5h eine Lösung von 17.7ml (120mmol) ADS-Me in
75ml MeOH getropft. Man lässt den Ansatz langsam auftauen und rührt bei
Raumtemperatur 1.5h. 3FLA fällt als amorpher Feststoff an. Man filtriert ab,
wäscht mit viel n-Pentan und kristallisiert aus EtOH um. Man erhält 41.4g 3FLA
(90%). Smt.: 121°C (Lit.: 119-121°C65)
121
Experimenteller Teil
6.2.4.
Synthese
des
2,4-Di-(3-fluorphenyl)-3,7-dimethyl-9-oxo-3,7-diazabi-
cyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester
3FLB
modifiziert
nach122
CH3
N
O
O
H3CO
O
OCH3
N
CH3
F
F
Eine Lösung von 10g (24mmol) 3FLA in 100ml MeOH wird auf dem Ölbad auf
65°C erhitzt. Man gibt nacheinander 4.8ml (60mmol) 35%-ige wässrige HCHOLösung und 2.6ml (30mmol) 40%-ige wässrige Methylaminlösung hinzu. Der
Reaktionsansatz wird 0.5h bei 65°C gerührt. Reaktionskontrolle erfolgt mittels
DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc/EtOH 1:1; RF=0.9). Ist die Reaktion
beendet, wird das Lösungsmittel im Vakuum nahezu vollständig entfernt und der
Rückstand aus EtOH umkristallisiert. Über Nacht kristallisiert 3FLB aus und wird
abfiltriert. Man erhält 9.5g 3FLB (84%). Smt.: 210°C (Lit.:199-201°C65)
6.2.5.
Synthese der 4-Benzoylbenzoesäure modifiziert nach123
O
OH
O
9.6g (49mmol) 4-Methylbenzophenon werden in 60ml t-BuOH und 20ml H2O
gelöst. Die Lösung wird unter Rückfluss zum Sieden erhitzt. Unter heftigem
122
Experimenteller Teil
Rühren werden 9.5g (60mmol) KMnO4 zugegeben und die Lösung 2.5h lang
refluxiert. Danach werden erneut 4.7g (30mmol) KMnO4 und 20ml t-BuOH/H2O
1:1 zugegeben. Die Lösung wird solange refluxiert, bis die violette Farbe
verschwunden ist (ca. 3h). Anschließend werden nochmals 4.7g (30mmol)
KMnO4 und 20ml t-BuOH/H2O 1:1 zugegeben. Die Lösung wird unter Rückfluss
weiter erhitzt bis die violette Farbe verschwunden ist (ca. 3h). Man lässt
Abkühlen und filtriert den Ansatz über Celite. Das Lösungsmittel wird im Vakuum
nahezu vollständig abdestilliert. Der Rückstand wird in 200ml 5% (m/m) NaOHLösung aufgenommen und mit 4x50ml Et2O gewaschen. Die wässrige Phase
wird vorsichtig mit konzentrierter HCl angesäuert. Das Produkt wird abfiltriert und
aus MeOH/H2O umkristallisiert. Man erhält 5.5g (50%) 4-Benzoylbenzoesäure.
Smt.: 201°C (Lit.: 199-201°C124)
6.2.6.
Synthese des 4-Benzoylbenzoesäure-N,N-diethylamid123
O
N
O
4g (18mmol) 4-Benzoylbenzoesäure werden in 10ml abs. Benzol und 8.9ml
(123mmol) frisch dest. SOCl2 gelöst und unter Argon 4h unter Rückfluss erhitzt.
Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert. Überschüssiges SOCl2 wird mit
3x20ml Toluol azeotrop abdestilliert. Der Rückstand wird in 20ml abs. CHCl3
aufgenommen und langsam in 50ml (210mmol) einer 44%-igen wässrigen
Diethylaminlösung getropft. Die biphasische Lösung wird bei Raumtemperatur
über Nacht gerührt. Die organische Phase wird abgetrennt, mit 2x25ml H2O
gewaschen und über Na2SO4 getrocknet. Die Lösung wird im Vakuum zur
Trockene eingedampft und der Rückstand aus EtOAc/n-Hexan umkristallisiert.
Man erhält 4.0g (80%) 4-Benzoylbenzoesäure-N,N-diethylamid. Smt.: 75°C (Lit.:
72-73°C123)
123
Experimenteller Teil
6.3.
Synthese des (RS)-4-(1-Amino-1-phenyl)methylbenzoesäure-N,Ndiethylamid-hydrochlorid modifiziert nach125
O
5'
4'
6'
3'
2'
1''
6
5
1
1'
4
+
N
2''
2
3
NH3 Cl
6.4g (23mmol) 4-Benzoylbenzoesäure-N,N-diethylamid werden in 50ml abs.
EtOH unter Argon gelöst. Man gibt 2.5g (46mmol) NH4Cl, 13.6ml (46mmol) Titan(IV)-isopropylat und 6.4ml (46mmol) frisch dest. Triethylamin zum Ansatz hinzu
und rührt 20h bei Raumtemperatur. Man gibt 1.3g (34mmol) NaBH4 zur
Reaktionslösung
und
rührt
weitere
24h
bei
Raumtemperatur.
Der
Reaktionsansatz wird in 30ml 2M wässr. Ammoniak-Lösung gegossen. Der
anorganische Niederschlag wird abfiltriert und mit 50ml Et2O gewaschen. Die
organische Phase wird abgetrennt und die wässrige Phase mit 50ml Et2O
extrahiert. Die organischen Phasen werden vereinigt und mit 2x20ml 2M HCl
extrahiert. Die sauren, wässrigen Phasen werden vereinigt und mit 20ml Et2O
gewaschen. Die wässrige Phase wird mit 2M NaOH-Lösung auf pH10-12 eingestellt und mit 3x25ml Et2O extrahiert. Die organischen Phasen werden
vereinigt, mit 30ml ges. NaCl-Lösung gewaschen und über Na2SO4 getrocknet.
Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert. Der Rückstand wird in Et2O
aufgenommen und die erhaltene Lösung mit 30ml 1M HCl-Lösung in Et2O
versetzt. Man lässt über Nacht bei +4°C auskristallisieren und erhält 2.8g (38%)
4-(1-Amino-1-phenyl)methylbenzoesäure-N,N-diethylamid-hydrochlorid als farblosen kristallinen Feststoff.
Smt.
1
: 195°C
H-NMR (DMSO-d6) : 1.04-1.11 (br; 6H; CH3); 3.15-3.41* (br; 4H; NCH2); 5.68
δ (ppm) J (Hz)
(d; 4.8Hz; 1H; CH); 7.36-7.44 (m; 5H; Ar-H); 7.57-7.63
(m; 4H; Ar-H); 9.30 (s; 3H; NH3). * (von H2O verdeckt)
124
Experimenteller Teil
13
C-NMR (DMSO-d6) : 12.83; 14.01 (CH3); 38.69; 42.79 (NCH2); 56.77 (CH);
δ (ppm)
126.46 (C3, C5); 127.43; 127.47 (C2, C6, C2', C6');
128.36 (C4'); 128.80 (C3', C5'); 137.21 (C4); 138.06
(C1'); 138.97 (C1); 169.34 (C=O).
IR (ATR) (cm-1)
: 3400, 2970, 2880, 2600, 1620, 1510, 1430, 1280, 1100,
850, 760, 700.
6.4.
Synthese der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester
6.4.1.
Allgemeine
Synthesevorschrift
zur
Herstellung
der
Aceton-1,3-
91
dicarbonsäurediester 1-3 modifiziert nach
RO
O
O
O
1
2
3
OR
Verb.
1
Keton
2
Keton:Enol
75:25
3
Keton:Enol
75:25
R
-CH2-C6H5
-(CH2)6CH3
-(CH2)7CH3
8.5ml (58mmol) ADS-Me werden mit 127mmol des entsprechenden Alkohols
gemischt. Die Mischung wird im Ölbad auf 180°C erhitzt. Dabei wird das bei der
Umesterung entstehende MeOH sukzessive abdestilliert. Zur Vervollständigung
der Reaktion wird nach 1h bei 200mbar das restliche MeOH abdestilliert. Man
lässt Abkühlen und nimmt den Rückstand in 100ml Et2O auf.
Man löst 6.0g (30.0mmol) Kupfer(II)-acetat-monohydrat in 200ml Wasser und gibt
die resultierende Lösung zur Lösung des Rohprodukts in Diethylether. Es wird
bei Raumtemperatur heftig gerührt. Nach 0.5h hat sich die Wasserphase
weitestgehend entfärbt, und die Etherphase hat eine dunkelgrüne Färbung
angenommen. Beide Phasen werden getrennt. Die organische Phase wird zur
Trockene im Vakuum eingeengt. Der Rückstand wird 2x aus Ethanol/Wasser
umkristallisiert.
125
Experimenteller Teil
Der grüne Kupferkomplex wird in 200ml Et2O gelöst und mit 100ml 2.5M H2SO4
versetzt. Man rührt heftig bei Raumtemperatur. Nach 1h hat sich die Etherphase
vollständig entfärbt. Die organische Phase wird abgetrennt und über Na2SO4
getrocknet. Nach Abdestillieren des Lösungsmittels im Vakuum erhält man den
entsprechenden Aceton-1,3-dicarbonsäurediester als farbloses Öl. Analytische
und spektroskopische Daten siehe 6.4.2-0.
6.4.2.
Analytische Daten der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3
Verb.
Summenformel
1
2
3
C19H18O5
C19H34O5
C21H38O5
Molmasse
(g/mol)
326.4
342.5
370.5
Ausbeute (%
d. Th)
35 (85-9091)
95
33
IR-Daten der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3
Verb.
1
2
3
Wellenzahl (cm-1)
3090-3030, 2960, 2900, 1740, 1710, 1650, 1500, 1460, 1330, 1150,
1070, 750, 700
2960-2850, 1740, 1720, 1660, 1470, 1410, 1330, 1150, 1070, 730
---
1
H-NMR-Daten der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3
Verb.
1
Keton
2
Keton:Enol
75:25
3
Keton:Enol
75:25
126
H1/3
3.65 (s; 4H)
3.18 (s; 2H; Enol)
3.56 (s; 4H; Keton)
5.09 (s; 1H; Enol)
12.07 (s; 1H; OH Enol)
3.20 (s; 2H; Enol)
3.59 (s; 4H; Keton)
5.11 (s; 1H; Enol)
12.09 (s; 1H; OH Enol)
Ester
5.18 (s; 4H; OCH2)
7.32-7.43 (m; 10H; H2'-H6')
0.85 (t; 6.4Hz; 6H; H1')
1.18-1.36 (m; 16H; H2'-H5')
1.60 (quintett; 6.8Hz; 4H; H6')
4.09 (t; 6.8Hz; 4H; H7')
0.87 (t; 6.9Hz; 6H; H1')
1.20-1.38 (m; 20H; H2'-H6')
1.62 (quintett; 7.0Hz; 4H; H7')
4.11 (t; 7.0Hz; 4H; H8')
Methode
NaCl
NaCl
---
Experimenteller Teil
13
C-NMR-Daten der Aceton-1,3-dicarbonsäurediester 1-3
Verb.
1
Keton
C1/3
C2
195.06
48.78
2
Keton:Enol
75:25
41.02 (Enol)
48.97 (Keton)
91.98 (Enol)
168.07
(Enol)
195.47
(Keton)
3
Keton:Enol
75:25
41.10 (Enol)
49.06 (Keton)
92.09 (Enol)
168.17
(Enol)
195.64
(Keton)
Ester
67.14 (OCH2); 128.29 (C3', C5');
128.43 (C4'); 128.56 (C2', C6');
135.14 (C1'); 166.44 (C=O)
14.05 (C1'); 22.59; 25.79; 28.50; 28.89; 31.71
(C2'-C6' Keton); 25.87; 28.65; 28.93 (Enol);
64.51; 65.60 (C7' Enol); 65.73 (C7' Keton);
166.83 (C=O Keton); 170.01; 172.45 (C=O
Enol)
14.16 (C1'); 22.73; 25.90; 28.56; 29.25;
29.26; 31.87 (C2'-C7' Keton); 25.97; 28.72;
29.30 (Enol); 64.61; 65.72 (C8' Enol); 65.86
(C8' Keton); 166.91 (C=O Keton); 170.04;
172.52 (C=O Enol)
6.5.
Synthese der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester
6.5.1.
Allgemeine
Synthesevorschrift
zur
Herstellung
der
2,6-Diaryl-4-
92
piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-20 modifiziert nach
OH
O
O
1'/ 1*
Ar:
RO
5
4
OR
3
1
Ar
6
N
R
Verb.
4
5
6
7
8
9
10
11
12
Ar
2Pyridyl
2Pyridyl
2Pyridyl
2Pyridyl
2Pyridyl
2Pyridyl
2Pyridyl
2Pyridyl
2Pyridyl
2
Ar
6'/ 6*
N
2'/ 2*
6'/ 6*
1' /1*
5'/ 5*
3'/ 3*
5'/ 5*
2'/ 2*
4'/ 4*
3'/ 3*
4'/ 4*
F
1
R
-CH3
R1
-(CH2)7CH3
Verb.
13
-CH3
-(CH2)9CH3
14
-CH3
-(CH2)11CH3
15
-CH3
-(CH2)13CH3
16
-CH3
-(CH2)17CH3
17
-CH3
Benzyl
18
-CH3
-(CH2)4-C6H5
19
-CH3
-(CH2)3-COOH
20
-CH3
-(CH2)7-COOH
Ar
2Pyridyl
2Pyridyl
3-FPhenyl
2Pyridyl
2Pyridyl
2Pyridyl
2Pyridyl
3-FPhenyl
-CH3
R1
-(CH2)2O(CH2)2OH
2-Picolyl
-CH3
Benzyl
-C2H5
-CH3
-(CH2)6CH3
-(CH2)11CH3
-(CH2)7CH3
-CH3
Benzyl
-CH3
Benzyl
-CH3
R
-CH3
127
Experimenteller Teil
40mmol des entsprechenden aromatischen Aldehyds Ar-CHO werden unter
Eiskühlung in 20ml MeOH gelöst. Es werden 20mmol des entsprechenden
primären Amins R1-NH2 langsam unter Eiskühlung zugegeben. 20mmol des
entsprechenden
Aceton-1,3-dicarbonsäurediesters
(ADS-Me,
ADS-Et,
1-3)
werden in 10ml MeOH gelöst und über einen Zeitraum von 1h dem Ansatz
zugetropft. Man lässt unter Eiskühlung 2h weiter Rühren und lässt die Lösung
danach langsam auftauen. Man rührt bei Raumtemperatur weiter bis die
Reaktion vollständig ist. Die Reaktion kann mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX;
FM: EtOAc; RF=0.6-0.9) verfolgt werden. Der Ansatz wird nach unterschiedlichen
Methoden aufgearbeitet:
Methode 1 : Der Ansatz wird bei -20°C aufbewahrt. Das Rohprodukt fällt über
einen Zeitraum von 24h bis mehreren Tagen aus. Man filtriert ab,
wäscht mit wenig -20°C kaltem MeOH und kristallisiert aus MeOH
um.
Methode 2 : Der Ansatz wird auf die Hälfte seines Volumens im Vakuum
eingeengt und bei -20°C aufbewahrt. Das Rohprodukt fällt über
einen Zeitraum von 24h bis mehreren Tagen aus. Man filtriert ab,
wäscht mit wenig -20°C kaltem MeOH und kristallisiert aus MeOH
um.
Methode 3 : Das Rohprodukt fällt bei Raumtemperatur aus. Man filtriert ab,
wäscht mit wenig -20°C kaltem MeOH und kristallisiert aus MeOH
um.
Methode 4 : Das Rohprodukt fällt bei Raumtemperatur aus. Man filtriert ab,
wäscht mit wenig -20°C kaltem MeOH und kristallisiert aus EtOH
um.
Methode 5 : Ist nach Methode 1-4 kein kristallines Produkt erhalten worden,
wird das Lösungsmittel im Vakuum abdestilliert. Der Rückstand
wird als Rohprodukt zur weiteren Synthese eingesetzt.
128
Experimenteller Teil
Methode 6 : Die Reaktion wird bei Raumtemperatur durchgeführt. Das
Rohprodukt fällt bei Raumtemperatur aus. Man filtriert ab und
kristallisiert aus MeOH um.
Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.5.2-0.
6.5.2.
Analytische Daten der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester
4-20
Verb.
Summenformel
C27H35N3O5
C29H39N3O5
C31H43N3O5
C33H47N3O5
C37H55N3O5
C26H25N3O5
Molmasse
(g/mol)
481.6
509.7
537.7
565.8
621.9
459.5
Ausbeute (% d. Th.)
[Methode]
69 [1]
62 [2]
83 [1]
69 [1]
72 [6]
64 [3] (Lit.: 6193)
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
C29H31N3O5
C23H25N3O7
C27H33N3O7
C23H27N3O7
C25H24N4O5
C28H25F2NO5
C22H25N3O5
501.6
455.5
511.6
457.5
460.5
493.5
411.5
74 [1]
39 [1]
64 [1]
57 [1]
83 [3] (Lit.: 8471)
54 [4]
46 [2] (Lit.: 3292)
17
18
19
20
C43H67N3O5
C34H49N3O5
C32H29N3O5
C34H29F2NO5
706.0
579.8
535.6
569.6
100 [5]
100 [5]
100 [5]
100 [5]
Smt (°C)
84
97
92
94
90
150 (Zers.)
(Lit.: 16293)
111
155 (Zers.)
134 (Zers.)
125
154 (Zers.)
155
115 (Lit.: 107
(Zers.)92)
Öl
Öl
Öl
Öl
129
Experimenteller Teil
IR-Daten der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-16
Verb.
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
130
Wellenzahl (cm-1)
3010, 2930, 2850, 1740, 1660, 1630, 1590, 1570, 1430, 1300, 1250,
810, 770, 750
3030, 2920, 2850, 1730, 1660, 1630, 1590, 1560, 1440, 1320, 1250,
820, 780, 750
2950, 2920, 2850, 1730, 1660, 1630, 1590, 1570, 1440, 1320, 1250,
820, 780, 750
2950, 2920, 2850, 1740, 1660, 1620, 1590, 1560, 1440, 1320, 1250,
820, 780, 750
2950, 2920, 2850, 1740, 1660, 1620, 1590, 1560, 1440, 1320, 1250,
820, 780, 750
3010, 2950, 2850, 1730, 1660, 1620, 1590, 1570, 1430, 1290, 1250,
1070, 820, 780, 750, 700
3030, 2940, 2860, 1730, 1660, 1620, 1590, 1570, 1430, 1300, 1250,
1190, 810, 770, 750, 700
3640-3160, 3040, 2950, 2920, 2840, 1740, 1710, 1660, 1630, 1590,
1570, 1430, 1310, 1250, 1220, 820, 780, 760
3580-3100, 3020, 2920, 2840, 1740, 1690, 1650, 1620, 1600, 1570,
1440, 1300, 1250, 1220, 820, 780, 750
3660-3240, 3000, 2940, 2840, 1750, 1720, 1660, 1630, 1590, 1570,
1440, 1290, 1240, 1190, 1120, 1060, 840, 770
3060, 3010, 2950, 2880, 1730, 1660, 1630, 1590, 1570, 1440, 1300,
1250, 830, 780, 750
3020, 2960, 2840, 1740, 1660, 1630, 1610, 1590, 1490, 1440, 1250,
1240, 820, 780, 750, 700, 690
2980, 2850, 1730, 1640, 1590, 1570, 1470, 1300, 1250, 830, 770,
750
Methode
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
1
H-NMR-Daten der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-16
Verb.
4
H2
4.96
(s; 1H)
H5
4.19 (d;
9.9Hz;
1H)
H6
4.60 (d;
9.9Hz;
1H)
Enol-OH
12.47
(s; 1H)
Ester
3.60 (s; 3H;
OCH3)
3.73 (s; 3H;
OCH3)
R1
0.84 (t; 7.2Hz; 3H; H1'')
1.07-1.23 (m; 10H; H2''H6'')
1.41-1.53 (m; 2H; H7'')
2.25-2.47 (m; 2H; H8'')
5
4.96
(s; 1H)
4.20 (d;
9.9Hz;
1H)
4.60 (d;
9.9Hz;
1H)
12.47
(s; 1H)
3.60 (s; 3H;
OCH3)
3.73 (s; 3H;
OCH3)
0.86 (t; 6.9Hz; 3H; H1'')
1.07-1.27 (m; 14H; H2''H8'')
1.40-1.50 (m; 2H; H9'')
2.25-2.45 (m; 2H; H10'')
6
4.96
(s; 1H)
4.20 (d;
9.9Hz;
1H)
4.61 (d;
9.9Hz;
1H)
12.47
(s; 1H)
3.61 (s; 3H;
OCH3)
3.74 (s; 3H;
OCH3)
0.87 (t; 6.9Hz; 3H; H1'')
1.00-1.35 (m; 18H; H2''H10'')
1.41-1.53 (m; 2H; H11'')
2.24-2.38 (m; 1H; H12'')
2.39-2.49 (m; 1H; H12'')
Ar
7.09 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od. H5*)
7.15-7.18 (m; 1H; H5' od. H5*)
7.23 (d; 7.9Hz; 1H; H3' od. H3*)
7.54 (td; 7.9Hz, 1.8Hz; 1H; H4' od. H4*)
7.60 (d; 7.7Hz; 1H; H3' od. H3*)
7.70 (td; 7.7Hz, ca.1Hz; 1H; H4' od. H4*)
8.44 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 1H; H6' od. H6*)
8.59 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 1H; H6' od. H6*)
7.09 (dd; ca.7Hz, ca. 5Hz; 1H; H5' od. H5*)
7.15-7.18 (m; 1H; H5' od. H5*)
7.23 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*)
7.54 (td; 7.8Hz, 1.7Hz; 1H; H4' od. H4*)
7.60 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*)
7.68-7.72 (m; 1H; H4' od. H4*)
8.44 (d; 4.8Hz; 1H; H6' od. H6*)
8.59 (d; 4.8Hz; 1H; H6' od. H6*)
7.10 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od. H5*)
7.14-7.21 (m; 1H; H5' od. H5*)
7.24 (d; 7.7Hz; 1H; H3' od H3*)
7.55 (td; 7.7Hz, ca.1Hz; 1H; H4' od. H4*)
7.61 (d; 7.6Hz; 1H; H3' od. H3*)
7.65-7.75 (m; 1H; H4' od. H4*)
8.44 (d; 4.8Hz; 1H; H6' od. H6*)
8.60 (d; 4.3Hz; 1H; H6' od. H6*)
Experimenteller Teil
131
H2
4.96
(s; 1H)
H5
4.20 (d;
9.9Hz;
1H)
H6
4.60 (d;
9.9Hz;
1H)
Enol-OH
12.47
(s; 1H)
Ester
3.60 (s; 3H;
OCH3)
3.72 (s; 3H;
OCH3)
8
4.95
(s; 1H)
4.19 (d;
9.9Hz;
1H)
4.60 (d;
9.9Hz;
1H)
12.47
(s; 1H
3.60 (s; 3H;
OCH3)
3.72 (s; 3H;
OCH3)
9
4.79
(s; 1H)
4.22 (d;
9.3Hz;
1H)
4.71 (d;
9.3Hz;
1H)
12.50
(s; 1H)
3.48 (s; 3H;
OCH3)
3.68 (s; 3H;
OCH3)
10
4.94
(s; 1H)
4.22 (d;
9.9Hz;
1H)
4.62 (d;
9.9Hz;
1H)
12.49
(s; 1H)
3.61 (s; 3H;
OCH3)
3.72 (s; 3H;
OCH3)
11
5.05
(s; 1H)
4.27 (d;
10.4Hz;
1H)
4.57 (d;
10.4Hz;
1H)
12.54
(s; 1H)
3.59 (s; 3H;
OCH3)
3.73 (s; 3H;
OCH3)
R1
0.86 (t; 6.7Hz; 3H; H1'')
1.06-1.28 (m; 22H; H2''H12'')
1.40-1.52 (m; 2H; H13'')
2.25-2.47 (m; 2H; H14'')
Ar
7.09 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od H5*)
7.15-7.18 (m; 1H; H5' od H5*)
7.23 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*)
7.54 (td; 7.8Hz, ca.1Hz; 1H; H4' od. H4*)
7.60 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*)
7.69 (t; 7.8Hz; 1H; H4' od. H4*)
8.43 (d; 4.5Hz; 1H; H6' od. H6*)
8.59 (d; 4.8Hz; 1H; H6' od. H6*)
0.86 (t; 6.9Hz; 3H; H1'') 7.08 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od. H5*)
1.06-1.28 (m; 30H; H2''- 7.14-7.18 (m; 1H; H5' od. H5*)
H16'')
7.22 (d; 8.1Hz; 1H; H3' od. H3*)
1.39-1.49 (m; 2H; H17'') 7.53 (t; ca.8Hz; 1H; H4' od. H4*)
2.26-2.46 (m; 2H; H18'') 7.59 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*)
7.63-7.70 (m; 1H; H4' od. H4*)
8.43 (d; 4.5Hz; 1H; H6' od. H6*)
8.58 (d; 4.3Hz; 1H; H6' od. H6*)
7.04-7.10 (m; 2H; H5', H5*)
3.48-3.57 (m; 2H;
7.33 (d; 8.1Hz; 1H; H3' od. H3*)
NCH2)
7.17-7.29 (m; 5H; H2''7.45 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*)
H6'')
7.55 (td; ca.8Hz, ca.2Hz; 1H; H4' od. H4*)
7.61 (td; ca.8Hz, ca.2Hz; 1H; H4' od. H4*)
8.42 (d; ca.4Hz; 1H; H6' od. H6*)
8.49 (d; ca.4Hz; 1H; H6' od. H6*)
1.37-1.62 (m; 4H; CH2) 7.51-7.57 (m; 2H; H3' od. H3*, H4' od. H4*)
2.30-2.52 (m; 4H; CH2) 7.68 (td; 7.7Hz, 1.8Hz; 1H; H4' od. H4*)
8.45 (dd; 4.9Hz, ca.1Hz; 1H; H6' od. H6*)
8.59 (dd; 4.9Hz, ca.1Hz; 1H; H6' od. H6*)
7.04-7.27 (m; 8H; H5', H5*, H3' od. H3*, H2''-H6'')
7.09 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od. H5*)
1.72-1.83 (m; 1H; H3'')
7.14 (d; 7.8Hz; 1H; H3' od. H3*)
1.88-2.01 (m; 2H; H2'',
H3'')
7.28 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od. H5*)
2.28-2.44 (m; 2H; H2'',
7.51-7.56 (m; 2H; H3' od. H3*, H4' od. H4*)
H4'')
7.76 (td; 7.7Hz, 1.5Hz; 1H; H4' od. H4*)
2.52-2.57 (m; 1H; H4'')
8.42 (d; 4.5Hz; 1H; H6' od. H6*)
8.72 (d; 4.3Hz; 1H; H6' od. H6*)
Experimenteller Teil
132
Verb.
7
Verb.
12
H2
5.00
(s; 1H)
H5
4.21 (d;
9.9Hz;
1H)
H6
4.60 (d;
9.9Hz;
1H)
Enol-OH
12.50
(s; 1H)
Ester
3.61 (s; 3H;
OCH3)
3.75 (s; 3H;
OCH3)
13
5.37
(s; 1H)
4.19 (dd;
10.7Hz,
0.9Hz;
1H)
4.58 (d;
10.7Hz;
1H)
12.55
(s; 1H)
3.58 (s; 3H;
OCH3)
3.74 (s; 3H;
OCH3)
14
4.87
(s; 1H)
4.29 (dd;
9.8Hz,
0.9Hz;
1H)
4.77 (d;
9.8Hz;
1H)
12.55
(s; 1H)
3.50 (s; 3H;
OCH3)
3.73 (s; 3H;
OCH3)
15
4.63
(s; 1H)
4.00 (d;
9.9Hz;
1H)
4.46 (d;
9.9Hz;
1H)
12.51
(s; 1H)
3.60 (s; 3H;
OCH3)
3.73 (s; 3H;
OCH3)
R1
0.97-1.09 (m; 1H; H6'')
1.09-1.20 (m; 3H; H5'',
H6'')
1.21-1.29 (m; 2H; H4'')
1.42-1.53 (m; 2H; H7'')
1.53-1.62 (m; 2H; H3'')
2.23-2.33 (m; 3H; H2''',
H8'')
2.39-2.45 (m; 1H; H8'')
2.45 (ddd; 14.0Hz,
4.7Hz, 3.6Hz; 1H; H4'')
2.69 (ddd; 14.0Hz,
8.0Hz, 3.2Hz; 1H; H4'')
3.43-3.49 (m; 2H; H2'',
H3'')
3.51-3.55 (m; 1H; H3'')
3.59-3.65 (m; 1H; H2'')
3.73-3.76 (m; 2H; H1'')
3.73 (d; 15.2Hz; 1H;
NCH2)
3.80 (d; 15.2Hz; 1H;
NCH2)
Ar
7.11 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5' od. H5*)
7.23-7.30 (m; 2H; H3' od. H3*, H5' od. H5*)
7.55 (td; ca.8Hz, ca.2Hz; 1H; H4' od. H4*)
7.57 (d; ca.8Hz; 1H; H3' od. H3*)
7.74 (td; ca.8Hz, ca.1Hz; 1H; H4' od. H4*)
8.44 (d; ca.4Hz; 1H; H6' od. H6*)
8.70 (d; ca.4Hz; 1H; H6' od. H6*)
7.06 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5')
7.20 (ddd; ca.8Hz, ca.5Hz, ca.1Hz; 1H; H5*)
7.24 (d; 7.7Hz; 1H; H3')
7.43 (d; 7.8Hz; 1H; H3*)
7.51 (td; 7.7Hz, 1.9Hz; 1H; H4')
7.68 (td; 7.8Hz, 1.9Hz; 1H; H4*)
8.39 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 1H; H6')
8.62 (dd; 4.9Hz, ca.1Hz; 1H; H6*)
7.07 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5')
7.34 (d; 7.7Hz; 1H; H3')
7.49 (d; 7.8Hz; 1H; H3*)
7.54 (td; 7.7Hz, 1.8Hz; 1H; H4')
8.59 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 1H; H6*)
7.12-7.17 (m; 2H; H5*, H5'')
7.64-7.70 (m; 3H; H4*, H3'', H4'')
8.43-8.46 (m; 2H; H6', H6'')
3.36 (d; 13.3Hz; 1H;
6.94-6.99 (m; 2H; H4', H4*)
NCH2)
7.06 (dd; ca.10Hz, ca.2Hz; 2H; H2', H2*)
3.43 (d; 13.3Hz; 1H;
7.11-7.14 (m; 2H; H6', H6*)
NCH2)
133
Experimenteller Teil
7.23-7.36 (m; 7H; H5', H5*, H2''-H6'')
H2
4.85
(s; 1H)
H5
H6
4.49 (d;
9.3Hz;
1H)
Enol-OH
12.49
(s; 1H)
Ester
0.98 (t; 7.1Hz;
3H; CH3)
1.21 (t; 7.1Hz;
3H; CH3)
R1
2.21 (s; 3H;
NCH3)
4.00-4.24 (m; 5H; H5, OCH2)
Ar
7.12 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 1H; H5')
7.17-7.22 (m; 2H; H3', H5*)
7.52-7.58 (m; 2H; H3*, H4')
7.69 (td; 7.6Hz, 1.7Hz; 1H; H4*)
8.50 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
8.63 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
13
C-NMR-Daten der 2,6-Diaryl-4-piperidon-3,5-dicarbonsäurediester 4-16
Bei den angegebenen Kopplungskonstanten handelt es sich um Jn(C,F)-Kopplungen.
R1
Verb.
4
C2
61.21
C3
98.29
C4
167.71
C5
44.57
C6
60.08
Ester
51.81; 52.53 (OCH3)
171.47; 172.34 (C=O)
5
61.20
98.28
167.71
44.56
60.08
51.81; 52.53 (OCH3)
171.47; 172.34 (C=O)
14.20 (C1'')
22.76; 26.96; 28.66;
29.33; 29.39; 29.64;
29.65; 31.99 (C2''-C9'')
6
61.30
98.33
167.74
44.42
60.11
51.84; 52.57 (OCH3)
171.52; 172.40 (C=O)
14.24 (C1'')
22.82; 27.00; 28.71;
29.39; 29.47; 29.70;
29.73; 29.77; 32.05 (C2''C11'')
47.42 (C12'')
14.18 (C1'')
22.72; 26.95; 28.65;
29.30; 31.90 (C2''-C7'')
47.40 (C8'')
Ar
122.05; 122.34 (C5')
123.04; 123.55 (C3')
136.19 (C4')
148.34 (C6')
158.75; 161.92 (C2')
122.05; 122.34 (C5')
123.03; 123.55 (C3')
136.19 (C4')
148.34 (C6')
158.76; 161.92 (C2'')
122.04; 122.36 (C5')
122.99; 123.59 (C3')
136.21 (C4')
148.37; 148.90 (C6')
158.83; 162.02 (C2')
Experimenteller Teil
134
Verb.
16
Verb.
7
C2
61.21
C3
98.28
C4
167.71
C5
44.55
C6
60.08
Ester
51.80; 52.52 (OCH3)
171.47; 172.34 (C=O)
8
61.24
98.28
167.69
44.47
60.05
51.77; 52.49 (OCH3)
171.47; 172.37 (C=O)
9
60.66
98.41
167.17
44.87
59.72
51.71; 52.54 (OCH3)
171.18; 172.32 (C=O)
10
61.28
98.26
167.67
44.52
60.04
51.80; 52.52 (OCH3)
171.41; 172.32 (C=O)
11
60.55
97.19
168.85
43.97
59.62
52.06; 52.65 (OCH3)
171.48; 172.04 (C=O)
12
61.01
98.00
168.14
44.60
60.00
51.89; 52.57 (OCH3)
171.50; 172.18 (C=O)
R1
14.21 (C1'')
22.78; 26.96; 28.67;
29.35; 29.45; 29.66;
29.70; 29.75; 29.78;
32.02 (C2''-C13'')
47.38 (C14'')
14.20 (C1'')
22.77; 26.96; 28.68;
29.34; 29.44; 29.66;
29.70; 29.74; 29.79;
32.01 (C2''-C17'')
47.32 (C18'')
51.64 (NCH2)
127.25 (C4'')
128.38; 128.72 (C2'', C3'',
C5'', C6'')
139.15 (C1'')
28.08; 28.52; 35.42;
47.07 (CH2)
125.69 (C4'')
128.27; 128.40 (C2'', C3'',
C5'', C6'')
142.48 (C1'')
23.68 (C3'')
32.45 (C2'')
46.76 (C4'')
176.88 (C1'')
121.97; 122.31 (C5')
122.94; 123.55 (C3')
136.15; 136.26 (C4')
148.31; 148.88 (C6')
158.79; 161.98 (C2')
122.02; 122.48 (C5')
123.07; 123.34 (C3')
136.39 (C4')
148.55 (C6')
158.52; 161.85 (C2')
122.02; 122.39 (C5')
122.91; 123.61 (C3')
136.24; 136.30 (C4')
148.36; 148.91 (C6')
158.66; 161.87 (C2')
122.66; 122.86 (C5')
123.24; 123.93 (C3')
136.54; 137.55 (C4')
148.28; 148.79 (C6')
157.87; 160.34 (C2')
122.42 (C5')
123.20; 123.57 (C3')
136.31; 136.98 (C4')
148.28; 148.60 (C6')
158.58; 161.31 (C2'')
135
Experimenteller Teil
24.85 (C3''); 26.75 (C6'')
28.43 (C7''); 28.93 (C5'')
29.03 (C4''); 34.39 (C2'')
47.59 (C8''); 178.16 (C1'')
Ar
122.03; 122.33 (C5')
123.01; 123.55 (C3')
136.18 (C4')
148.33 (C6')
158.76; 161.93 (C2')
C2
63.09
C3
97.59
C4
168.72
C5
43.94
C6
59.59
Ester
51.99; 52.59
(OCH3)
171.66;
172.26 (C=O)
14
61.73
98.12
167.63
44.87
59.77
51.75; 52.56
(OCH3)
171.33;
172.12 (C=O)
15
98.48
167.33
57.64; 57.67; 57.68 (C2, C6)
46.43
16
65.11
46.45
98.85
167.52
52.08; 52.92
(OCH3)
170.61;171.98
(C=O)
61.43
14.01; 14.21
(CH3)
60.73; 61.42
(OCH2)
170.88;
171.52 (C=O)
R1
47.28 (C4'')
61.41 (C1'')
71.82 (C3'')
72.62 (C2'')
Ar
122.42; 122.45 (C5')
122.50; 123.84 (C3')
136.30; 136.76 (C4')
148.21; 149.40 (C6')
158.31; 160.95 (C2')
53.76 (NCH2) 122.53 (C5')
122.73 (C3'') 122.89; 123.28 (C3')
159.67 (C2'') 136.83 (C4')
148.57 (C6')
158.18; 161.34 (C2')
122.16; 122.18 (C5', C5''); 136.37; 136.40 (C4', C4'')
148.82; 149.06 (C6', C6'')
50.81 (NCH2) 114.42 (d; 21.2Hz); 115.09 (d; 21.2Hz) [C4']
128.60 (C2'', 115.38 (d; 22.0Hz); 115.97 (d; 22.0Hz) [C2']
C6'')
123.74 (d; 2.9Hz); 124.66 (d; 2.9Hz) [C6']
128.91 (C3'', 129.52 (d; 8.1Hz); 130.12 (d; 8.1Hz) [C5']
C5'')
141.09 (d; 7.3Hz); 144.50 (brs) [C1']
138.73 (C1'') 162.89 (d; 245.2Hz); 163.06 (d; 246.6Hz) [C3']
38.12 (NCH3) 122.23; 122.66 (C5')
122.91; 123.73 (C3')
136.35; 136.43 (C4')
148.86; 149.11 (C6')
158.31; 160.77 (C2')
Experimenteller Teil
136
Verb.
13
Experimenteller Teil
6.6.
Synthese der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurederivate
6.6.1.
Allgemeine Synthesevorschrift zur Darstellung der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurediester 21-25 und 27-55
modifiziert nach95
2
R
N
6
O
O
RO
8
7
O
9
5
1'/ 1*
Ar:
OR
1
2'/ 2*
6'/ 6*
1' /1*
5'/ 5*
3'/ 3*
5'/ 5*
2'/ 2*
4'/ 4*
4'/ 4*
3
Ar
4
N
R
Verb.
21
cis
Rotamere
22
trans
23
cis
Rotamere
24
trans
25
cis
Rotamere
27
cis
Rotamere
28
cis
29
trans
30
trans
31
cis
32
cis
33
cis
34
trans
2
6'/ 6*
N
3'/ 3*
F
Ar
1
Ar
3-F-Phenyl
R
-CH3
R1
-CH3
R2
Benzyl
3-F-Phenyl
-CH3
Benzyl
-CH3
3-F-Phenyl
-CH3
Benzyl
Benzyl
3-F-Phenyl
-CH3
Benzyl
Benzyl
3-F-Phenyl
Benzyl
-CH3
-CH3
3-F-Phenyl
-CH3
-CH3
2-Pyridyl
-CH3
-CH3
-[(RS)1-(4-(N,NDiethylamido)phenyl-1phenyl]methyl (s. 5.3)
Benzyl
2-Pyridyl
-CH3
Benzyl
-CH3
2-Pyridyl
-CH3
Benzyl
Benzyl
2-Pyridyl
Benzyl
-CH3
-CH3
2-Pyridyl
-CH3
-CH3
-(CH2)2N(CH3)2
2-Pyridyl
-CH3
-CH3
2-Picolyl
2-Pyridyl
-CH3
-(CH2)7CH3
2-Picolyl
137
Experimenteller Teil
Verb.
35
trans
36
trans
37
trans
38
trans
39
trans
40
trans
41
trans
42
cis
43
trans
44
trans
45
trans
46
trans
47
trans
48
trans
49
trans
50
cis
51
cis
52
trans
53
cis
54
cis
55
cis
Ar
2-Pyridyl
R
-CH3
R1
-(CH2)9CH3
R2
2-Picolyl
2-Pyridyl
-CH3
-(CH2)11CH3
2-Picolyl
2-Pyridyl
-CH3
-(CH2)13CH3
2-Picolyl
2-Pyridyl
-CH3
-(CH2)17CH3
2-Picolyl
2-Pyridyl
-CH3
Benzyl
2-Picolyl
2-Pyridyl
-CH3
-(CH2)4-C6H5
2-Picolyl
2-Pyridyl
-CH3
-(CH2)2O(CH2)2OH
2-Picolyl
2-Pyridyl
-CH3
2-Picolyl
-(CH2)7CH3
2-Pyridyl
-CH3
2-Picolyl
-(CH2)9CH3
2-Pyridyl
-CH3
2-Picolyl
-(CH2)13CH3
2-Pyridyl
-CH3
2-Picolyl
-(CH2)17CH3
2-Pyridyl
-CH3
2-Picolyl
Benzyl
2-Pyridyl
-CH3
2-Picolyl
-(CH2)4-C6H5
2-Pyridyl
-CH3
-(CH2)11CH3
-(CH2)2N(CH3)2
2-Pyridyl
-CH3
-(CH2)11CH3
-CH3
2-Pyridyl
-C2H5
-CH3
2-(4-Morpholino)ethyl
2-Pyridyl
-C2H5
-CH3
2-Picolyl
2-Pyridyl
-(CH2)6CH3
-(CH2)11CH3
-(CH2)2N(CH3)2
2-Pyridyl
-(CH2)7CH3
-CH3
2-Picolyl
2-Pyridyl
Benzyl
-CH3
2-(4-Morpholino)ethyl
2-Pyridyl
Benzyl
-CH3
2-Picolyl
2.5mmol des entsprechenden 4-Piperidon-3,5-dicarbonsäurediesters (PyA,
3FLA, 4-20) werden unter Rühren bei 50°C entweder in 20ml THF (Medium 1)
oder 20ml Aceton (Medium 2) gelöst. Es werden zuerst 0.8ml (10.0mmol) 35%ige wässrige HCHO-Lösung zugegeben. Direkt anschließend werden 2.5mmol
des entsprechenden primären Amins R2-NH2 zur Reaktionslösung gegeben. Man
rührt weitere 2h bei 50°C unter Rückfluss. Die Reaktion wird mittels DC (Stat.
138
Experimenteller Teil
Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc; RF=0.8-0.9) kontrolliert. Ist noch Edukt
erkennbar, gibt man erneut 0.4ml (5.0mmol) 35%-ige wässrige HCHO-Lösung
hinzu. Man rührt 1h weiter und wiederholt ggf. die Zugabe an HCHO-Lösung bis
die Reaktion vollständig verlaufen ist. Nachdem die Reaktion beendet ist, wird
nach folgenden Methoden aufgearbeitet:
Methode 1 : Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert und der Rückstand
in wenig EtOAc gelöst. Durch präparative Säulenchromatographie
(Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAC) dieser Lösung erhält man
nach Abdestillieren des Elutionsmittels das Produkt
a) in amorpher Form. Dieses konnte nicht weiter umkristallisiert
werden.
b) als zähen, glasartigen Rückstand. Dieser wird in wenig Et2O
aufgenommen. Das Produkt kristallisiert über Nacht bei +4°C
aus und wird abfiltriert.
c) als zähen, glasartigen Rückstand. Dieser wird aus Et2O/nPentan umkristallisiert. Das Produkt kristallisiert bei -20°C über
Nacht.
d) als festen Rückstand. Dieser wird aus EtOH umkristallisiert.
e) als festen Rückstand. Dieser wird aus EtOH/H2O umkristallisiert.
f) als zähen, glasartigen Rückstand. Dieser wird aus MeOH umkristallisiert.
g) als zähen, glasartigen Rückstand. Dieser wird in wenig MeOH
gelöst und 2h unter Rückfluss erhitzt. Das Produkt fällt über
Nacht bei +4°C aus und wird aus EtOH umkristallisiert.
h) als zähen, glasartigen Rückstand. Dieser wird aus MeOH/H2O
umkristallisiert.
Methode 2 : Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert. Man erhält einen
zähen, glasartigen Rückstand.
a) Dieser wird aus MeOH/Et2O umkristallisiert. Das Produkt kristallisiert bei -20°C.
139
Experimenteller Teil
b) Dieser wird aus EtOH/H2O umkristallisiert.
c) Dieser wird in wenig MeOH aufgenommen und 2h unter
Rückfluss erhitzt. Über Nacht fällt das Produkt bei +4°C aus und
wird aus EtOH umkristallisiert.
d) Dieser wird aus MeOH umkristallisiert.
Methode 3 : Der Ansatz wird bei -20°C aufbewahrt. Das Produkt kristallisiert
nach mehreren Tagen aus.
Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.6.3-0.
6.6.2.
Hydrogenolytische
Esterspaltung
zur
2,4-Di-(3-fluorphenyl)-3,7-di-
methyl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure 26
CH3
N
O
O
HO
O
OH
N
CH3
F
F
2.0g (3.2mmol) der Verbindung 25 werden in 50ml EtOAc gelöst. Es werden
0.37g (0.4mmol) 10% Pd/C zugegeben. Man hydriert unter 2.5bar H2-Druck bei
Raumtemperatur. Die Reaktion kann mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM:
EtOAc; RF=0) kontrolliert werden. Nach 2h Rührzeit ist die Reaktion beendet. Der
Katalysator wird vorsichtig (Brandgefahr!) abfiltriert und mit MeOH gewaschen.
Die organischen Phasen werden vereinigt. Das Lösungsmittel wird im Vakuum
abdestilliert und man erhält 1.32g (93%) 2,4-Di-(3-fluorphenyl)-3,7-dimethyl-9oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure
als
Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.6.3-0.
140
farblosen
Feststoff.
Experimenteller Teil
6.6.3.
Analytische Daten der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan1,5-di-carbonsäurederivate 21-55
Verb.
Summenformel
Molmasse
(g/mol)
Ausbeute (% d. Th.)
[Reaktionsmedium]
{Methode}
69 [1] {1f} (Lit.: 3699)
66 [1] {1d}
72 [1] {1g}
47 [1] {2c}
47 [1] {2d}
93
21 [1] {1h}
34 [1] {1b} (Lit.: 4867; 25122)
21
22
23
24
25
26
27
28
C31H30F2N2O5
C31H30F2N2O5
C37H34F2N2O5
C37H34F2N2O5
C37H34F2N2O5
C23H22F2N2O5
C42H43F2N3O6
C29H30N4O5
548.6
548.6
624.7
624.7
624.7
444.4
723.8
514.6
29
C29H30N4O5
514.6
90 [2] {3} (Lit.: 2068 cisIsomer)
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
C35H34N4O5
C35H34N4O5
C26H35N5O5
C28H29N5O5
C35H43N5O5
C37H47N5O5
C39H51N5O5
C41H55N5O5
C45H63N5O5
C34H33N5O5
C37H39N5O5
C31H35N5O7
C35H43N5O5
C37H47N5O5
C41H55N5O5
C45H63N5O5
C34H33N5O5
C37H39N5O5
C37H55N5O5
C34H48N4O5
C30H39N5O6
C30H33N5O5
C49H79N5O5
C42H57N5O5
C40H43N5O6
C40H37N5O5
590.7
590.7
497.6
515.6
613.8
641.8
669.8
697.9
754.0
591.7
633.8
589.7
613.8
641.8
697.9
754.0
591.7
633.8
649.9
592.8
565.7
543.6
818.2
712.0
689.8
667.8
73 [2] {1a}
43 [1] {1h}
Spende von Clariant
43 [1] {1b} (Lit.: 2571)
29 [2] {2a}
77 [1] {1a}
41 [1] {1a}
49 [1] {1a}
45 [1] {1a}
56 [1] {1a}
33 [1] {1a}
22 [1] {1a}
48 [2] {3}
50 [1] {1a}
78 [1] {1a}
44 [1] {3}
75 [1] {1b}
83 [1] {1a}
86 [1] {1a}
48 [1] {1c}
14 [1] {2b}
37 [1] {1e}
28 [1] {1a}
71 [1] {1a}
35 [1] {1d}
20 [1] {1a}
Smt (°C)
194 (Lit.: 19399)
212
224
186
152
150(Zers.)
172
202 (Zers.) (Lit.:
209 (Zers.)67; 202
(Zers.)122)
115 (Zers.) (Lit.:
168 (Zers.)68 cisIsomer)
145 (Zers.)
138
161 (Zers.)
184 (Zers.)
127
89
Öl
74
Öl
173 (Zers.)
161
99 (Zers.)
142
80
Öl
82
177
82
Öl
95
170
187 (Zers.)
Öl
Öl
114 (Zers.)
80
141
Experimenteller Teil
IR-Daten der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di-carbonsäurederivate 21-35, 37, 39, 41, 42, 45-47, 49-51, 54-55
Verb.
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
37
39
41
42
45
46
47
49
50
142
Wellenzahl (cm-1)
3060, 2960, 2820, 1730, 1610, 1590, 1480, 1440, 1350, 1270, 1160,
960, 790, 780, 760, 700
3030, 2850, 2810, 1770, 1740, 1610, 1590, 1490, 1440, 1260, 1220,
1160, 970, 790, 740, 700
3030, 2950, 2810, 1750, 1730, 1610, 1590, 1480, 1450, 1350, 1260,
1230, 980, 790, 750, 700
3030, 2950, 2810, 1760, 1740, 1610, 1590, 1480, 1450, 1350, 1260,
1220, 1060, 990, 960, 790, 750, 700
3060, 2950, 2810, 1720, 1610, 1590, 1480, 1450, 1360, 1270, 1260,
1170, 950, 930, 790, 740, 690
3750-3120, 3060, 2850, 2800, 1760, 1720, 1610, 1590, 1450, 1360,
1270, 1250, 1140, 1090, 1040, 890, 750, 700
3060, 2970, 2840, 2810, 1730, 1610, 1590, 1480, 1450, 1430, 1360,
1280, 1270, 1090, 960, 790, 700
3060, 2950, 2810, 1740, 1590, 1470, 1430, 1350, 1330, 1280, 1160,
1100, 790, 750, 700
3060, 2950, 2850, 2800, 1740, 1710, 1590, 1460, 1430, 1360, 1260,
1250, 1220, 1170, 1090, 1040, 960, 770, 760, 740, 700
3030, 2950, 2820, 1740, 1710, 1590, 1430, 1240, 1160, 980, 960,
750, 700
3050, 2940, 2840, 2800, 1720, 1590, 1470, 1430, 1270, 1170, 1090,
1040, 950, 780, 740, 700
3050, 2950, 2800, 2760, 1730, 1590, 1460, 1430, 1350, 1280, 1160,
1100, 1040, 970, 920, 780, 760
3060, 2950, 2840, 2800, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1280, 1160,
1100, 970, 950, 790, 760
3050, 2930, 2850, 1740, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1160,
1060, 980, 950, 810, 760
3050, 2920, 2850, 1740, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1160,
1090, 1060, 980, 960, 820, 800, 760
3060, 2920, 2850, 1740, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1160,
1090, 1060, 990, 960, 810, 800, 760
3060, 2950, 2810, 1730, 1590, 1570, 1460, 1430, 1250, 1240, 1160,
1060, 980, 950, 760, 750, 690
3380 (breit), 3050, 2950, 2850, 1730, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430,
1240, 1160, 1060, 980, 960, 820, 800, 760
3090, 3010, 2920, 2860, 2810, 1730, 1590, 1570, 1470, 1440, 1330,
1270, 1170, 1160, 1090, 980, 790, 770, 750
3070, 2920, 2850, 1730, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1170,
960, 750
3060, 2950, 2820, 1730, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1220,
1150, 980, 960, 750, 700
3050, 2950, 2810, 1740, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1240, 1160,
960, 750, 700
3060, 2920, 2860, 2800, 1740, 1710, 1590, 1570, 1470, 1430, 1260,
1240, 1170, 1080, 960, 750
3040, 2950, 2850, 2790, 1720, 1590, 1570, 1470, 1430, 1350, 1280,
1270, 1170, 1120, 1100, 920, 790, 760, 740
Methode
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
Experimenteller Teil
Verb.
51
54
55
Wellenzahl (cm-1)
3050, 2980, 2960, 2840, 1720, 1590, 1570, 1460, 1430, 1270, 1160,
1100, 1000, 900, 790, 760, 740, 680, 670
3050, 2960, 2820, 1720, 1590, 1570, 1450, 1430, 1260, 1160, 1110,
1090, 950, 920, 750, 700
3030, 2950, 2840, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1160, 1090,
950, 750, 700
Methode
ATR
ATR
ATR
143
H-NMR-Daten der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurederivate 21-55
Verb.
21
cis
Rotamere
22
trans
23
cis
Rotamere
24
trans
H2/4
4.36 (s)
4.38 (s)
4.45 (s)
4.48 (s)
4.67
(s; 1H)
5.27
(s; 1H)
H6/8
Ester
2.61 (d; ca.12Hz)
3.72-3.74
2.70 (d; ca.12Hz)
(m; 6H;
OCH3)
2.79 (d; ca.12Hz)
3.51 (d; ca.12Hz)
2.96 (d; 11.0Hz; 1H)
3.36 (s; 3H;
3.25 (dd; ca.12Hz,
OCH3)
ca.2Hz; 1H)
3.83 (s; 3H;
3.73 (dd; ca.11Hz,
OCH3)
ca.2Hz; 1H)
2.78-2.82 (m; 2H; H6 od. H8, NCH2)
4.84 (s)
4.88 (s)
4.95 (s)
4.99 (s)
2.59 (d; ca.12Hz)
2.69 (d; ca.12Hz)
2.78 (d; ca.12Hz)
4.58
(s; 1H)
5.24
(s; 1H)
R1
1.82 (m; 3H; NCH3)
R2
3.25-3.26 (m; NCH2)
3.48-3.53 (m; NCH2)
3.72-3.74 (m; NCH2)
Ar
6.74-7.19 (m; 13H; Ar-H)*
3.65 (d; 14.7Hz; 1H;
NCH2)
2.47 (s; 3H; NCH3)
6.71-7.55 (m; 13H; Ar-H)*
3.77 (d; ca.12Hz;
NCH2)
6.83-8.23 (m; 18H; Ar-H)*
3.81 (d; 12.4Hz; 1H;
NCH2)
6.65-7.50 (m; 18H; Ar-H)*
2.31-2.40 (m; 3H;
NCH3)
6.71-7.94 (m; 18H; Ar-H)*
3.70-3.72
(m; 6H;
OCH3)
3.22-3.31 (m; H6 od. H8, N7CH2)
3.45-3.55 (m; 3H; N3CH2, N7CH2)
3.34 (s; 3H;
OCH3)
3.85 (s; 3H;
OCH3)
3.38-3.44 (m; 2H; H6 od. H8, N7CH2)
2.91 (d; 11.1Hz; 1H)
2.95 (d; 12.1Hz; 1H)
3.67-3.72 (m; 1H)
2.73 (d; 14.8Hz; 1H;
NCH2)
3.62 (d; 14.8Hz; 1H;
NCH2)
1.81-1.88 (m; 3H;
4.47 (s;
2.67 (d; ca.12Hz; 2H) 5.13-5.22
NCH3)
3.20 (d; ca.12Hz; 2H) (m; 4H;
1H)
4.52 (s;
OCH2)
1H)
*: bezieht sich auf alle aromatischen Wasserstoffatome des gesamten Moleküls
25
cis
Rotamere
Experimenteller Teil
144
1
R1
1.77 (s; 3H; NCH3)
R2
2.28 (s; 3H; NCH3)
3.63-3.78
(m; 6H;
OCH3)
3.12-3.63 (m; 6H; H6 od H8, H1'''')
1.87-1.89 (m; 3H;
NCH3)
1.00-1.31 (m; 6H; H2'''')
4.12-4.24 (m; 1H; NCH)
4.69
(s; 2H)
2.55 (d; 12.5Hz; 2H)
3.06 (d; 12.5Hz; 2H)
3.81 (s;
6H; OCH3)
1.97 (s; 3H; NCH3)
3.36 (s; 2H; NCH2)
7.36-7.41 (m; 5H; Ar-H)
5.25 (br;
1H; H4)
5.35 (s;
1H; H2)
2.78 (d; 11.9Hz; 1H;
H8)
3.02 (d; 11.0Hz; 1H,
H6)
3.57 (d; 11.0Hz; 1H;
H6)
3.45 (s;
3H; OCH3
(C5))
3.84 (s;
3H; OCH3
(C1))
3.65 (d; 15.1Hz; 1H;
NCH2)
7.35 (t; 7.4Hz; 2H; H3'',
H5'')
7.49 (d; 7.4Hz; 2H; H2'',
H6'')
2.22 (s; 3H; NCH3)
Verb.
26
cis
Rotamere
(DMSOd6)
H2/4
4.39 (s)
4.40 (s)
4.45 (s)
4.47 (s)
H6/8
2.41-2.54 (m; 2H)
2.90-3.04 (m; 2H)
27
cis
Rotamere
4.29 (s)
4.38 (s)
4.46 (s)
4.52 (s)
2.63 (d; 11.6Hz; 1H)
2.85-3.00 (m; 1H)
28
cis
29
trans
Ester
---
7.21-7.29 (m; 2H; H4'', H3*)
*: bezieht sich auf alle aromatischen Wasserstoffatome des gesamten Moleküls
7.12 (ddd; 7.7Hz, 4.9Hz,
1.1Hz; 2H; H5')
7.47 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; 2H;
H4')
7.87 (d; 7.7Hz; 2H; H3')
8.43 (dd; 4.9Hz, ca.1Hz;
H6')
7.12 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
1H; H5')
7.16 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
1H; H5*)
7.65 (td; 7.7Hz, ca.1Hz; 2H;
H4', H4*)
7.92 (d; ca.7Hz; 1H; H3')
8.47 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
8.59 (d; ca.4Hz; 1H; H6*)
145
Experimenteller Teil
3.28-3.50 (brs; 2H; H8; NCH2)
Ar
6.97 (d; 9.8Hz; 1H; Ar-H)
7.04 (d; 6.8Hz; 1H; H6' od.
H6*))
7.12-7.23 (m; 2H; Ar-H)
7.33-7.43 (m; 1H; H5' od.
H5*)
7.51-7.63 (m; 1H; H5' od.
H5*)
7.75-7.88 (m; 1H; Ar-H)
7.92 (m; 1H; H6' od. H6*)
6.82-7.47 (m; 17H; Ar-H)*
H2/4
5.205.34
(br;
2H)
31
cis
4.81
(s; 2H)
32
cis
4.73
(s; 2H)
H6/8
2.83 (d; 12.1Hz; 1H)
3.01 (d; 11.1Hz; 1H)
3.63-3.67 (m; 1H)
Ester
3.44 (s; 3H;
OCH3)
3.84 (s; 3H;
OCH3)
R1
R2
3.59-3.63 (m; 1H;
NCH2)
3.31-3.51 (br; 4H; H6 od. H8, N3CH2, N7CH2)
7.23-7.43 (m; 11H; Ar-H, H3*)
2.58 (d; 12.1Hz; 2H) 5.21 (d;
2.04 (s; 3H; NCH3)
2.22 (s; 3H; NCH3)
2.99 (d; 12.1Hz; 2H) 12.6Hz; 1H;
OCH2)
5.26 (d;
12.6Hz; 1H;
OCH2)
7.30-7.38 (m;
6H; H3''-H5'')
7.44 (d;
6.8Hz; 4H;
H2'', H6'')
2.25 (s; 6H; NCH3)
2.56 (d; 12.3Hz; 2H) 3.82 (s; 6H;
2.02 (s; 3H; NCH3)
3.03 (d; 12.3Hz; 2H) OCH3)
2.36-2.48 (m; 4H; H1'',
H2'')
Ar
7.06 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
1H; H5')
7.16 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
1H; H5*)
7.56 (t; ca.7Hz; 1H; H4')
7.66 (td; 7.6Hz, ca.1Hz;
1H; H4*)
7.96 (d; ca.7Hz; 1H; H3')
8.34 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
8.57 (d; ca.4Hz; 1H; H6*)
7.18 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
2H; H5')
7.74 (td; 7.7Hz, ca.1Hz;
2H; H4')
8.03 (d; 7.7Hz; 2H; H3')
8.44 (d; 4.5Hz; 2H; H6')
7.20 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz,
ca.1Hz; 2H; H5')
7.76 (td; 7.8Hz, 1.7Hz; 2H;
H4')
8.15 (d; 7.8Hz; 2H; H3')
8.49 (dd; 4.5Hz, ca.1Hz;
2H; H6')
Experimenteller Teil
146
Verb.
30
trans
Verb.
33
cis
H2/4
4.67
(s; 2H)
H6/8
2.71 (d; 11.9Hz; 2H)
3.16 (d; 11.9Hz; 2H)
Ester
3.77 (s; 6H;
OCH3)
R1
1.96 (s; 3H; NCH3)
34
trans
5.45
(s; 1H)
5.75
(s; 1H)
2.93 (d; 11.9Hz; 1H)
3.05 (d; 10.9Hz; 1H)
3.65 (d; 10.9Hz; 1H)
3.47 (s; 3H;
OCH3)
3.86 (s; 3H;
OCH3)
0.85 (t; 6.9Hz; 3H; H1'')
1.18-1.27 (m; 10H; H2''H6'')
1.48-1.67 (m; 2H; H7'')
2.32-2.39 (m; 1H; H8'')
2.48-2.65 (m; 1H; H8'')
3.45-3.54 (m; 2H; H6 od. H8, N7CH2)
35
trans
5.43
(s; 1H)
5.74
(s; 1H)
2.93 (d; ca.11Hz;
1H)
3.05 (d; ca.10Hz;
1H)
3.43-3.69 (m; 2H)
3.47 (s; 3H;
OCH3)
3.85 (s; 3H;
OCH3)
3.43-3.69 (m; 4H; H6, H8, N7CH2)
36
trans
5.45
(s; 1H)
5.75
(s; 1H)
2.94 (d; 11.9Hz; 1H)
3.05 (d; 10.9Hz; 1H)
3.66 (d; ca.11Hz;
1H)
3.47 (s; 3H;
OCH3)
3.86 (s; 3H;
OCH3)
0.87 (t; 6.9Hz; 3H; H1'')
1.16-1.34 (m; 18H; H2''H10'')
1.52-1.66 (m; 2H; H11'')
2.28-2.42 (m; 1H; H12'')
2.48-2.62 (m; 1H; H12'')
Ar
7.11 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
2H; H5')
7.53 (td; 7.7Hz, 1.6Hz; 2H;
H4')
7.94 (d; 7.7Hz; 2H; H3')
8.42 (d; ca.4Hz; 2H; H6')
7.14 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
1H; H5*)
7.56-7.63 (m; 2H; H3*, H4')
7.69-7.72 (m; 2H; H3', H4*)
8.30 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
8.47 (d; ca.4Hz; 1H; H6*)
7.03-7.09 (m; 2H; H5', H5''')
6.83-6.94 (br; 1H; H3''')
7.14 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
7.42 (t; ca.7Hz; 1H;
1H; H5*)
7.55-7.62 (m; 2H; H3*, H4')
H4''')
7.69-7.73 (m; 2H; H3', H4*)
8.42 (d; ca.4Hz; 1H;
8.30 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
H6''')
8.47 (d; ca.4Hz; 1H; H6*)
7.03-7.09 (m; 2H; H5', H5''')
7.14 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
3.58 (d; 13.4Hz; 1H;
NCH2)
1H; H5*)
7.57 (d; ca.8Hz; 1H; H3*)
6.84-6.96 (br; 1H; H3''')
7.60 (td; 7.7Hz, 1.6Hz; 1H;
7.43 (t; ca.7Hz; 1H;
H4''')
H4')
8.42 (d; ca.4Hz; 1H;
7.68-7.76 (m; 2H; H3', H4*)
H6''')
8.31 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
8.48 (d; ca.4Hz; 1H; H6*)
147
7.01-7.11 (m; 2H; H5', H5''')
Experimenteller Teil
3.44-3.54 (m; 2H; H6 od. H8, N7CH2)
0.85 (t; 6.8Hz; 3H; H1'')
1.13-1.28 (m; 14H; H2''H8'')
1.47-1.69 (m; 2H; H9'')
2.31-2.38 (m; 1H; H10'')
2.47-2.62 (m; 1H; H10'')
R2
3.58 (s; 2H; NCH2)
7.25 (dd; ca.7Hz,
ca.5Hz; 1H; H5'')
7.34 (d; 7.7Hz; 1H; H3'')
7.67 (td; 7.7Hz, 1.5Hz;
1H; H4'')
8.64 (d; ca.4Hz; 1H;
H6'')
3.58 (d; 13.9Hz; 1H;
NCH2)
6.84-6.95 (br; 1H; H3''')
7.42 (t; ca.7Hz; 1H;
H4''')
8.42 (d; ca.4Hz; 1H;
H6''')
H2/4
5.44
(s; 1H)
5.74
(s; 1H)
H6/8
2.93 (d; ca.11Hz;
1H)
3.05 (d; ca.10Hz;
1H)
Ester
3.47 (s; 3H;
OCH3)
3.85 (s; 3H;
OCH3)
3.44-3.70 (m; 4H; H6, H8, N7CH2)
38
trans
5.43
(s; 1H)
5.73
(s; 1H)
2.92 (d; ca.12Hz;
1H)
3.04 (d; ca.11Hz;
1H)
3.47 (s; 3H;
OCH3)
3.85 (s; 3H;
OCH3)
3.42-3.76 (m; 4H; H6, H8, N7CH2)
39
trans
5.285.47
(br;
2H)
40
trans
5.44
(s; 1H)
5.68
(s; 1H)
R1
0.86 (t; 6.8Hz; 3H; H1'')
1.15-1.30 (m; 22H; H2''H12'')
1.48-1.66 (m; 2H; H13'')
2.30-2.43 (m; 1H; H14'')
2.47-2.62 (m; 1H; H14'')
0.86 (t; 6.6Hz; 3H; H1'')
1.17-1.38 (m; 30H; H2''H16'')
1.49-1.69 (br; 2H; H17'')
2.26-2.39 (m; 1H; H18'')
2.45-2.63 (m; 1H; H18'')
R2
6.83-6.95 (br; 1H; H3''')
7.39-7.46 (br; 1H; H4''')
8.42 (d; ca.4Hz; 1H;
H6''')
7.03-7.09 (m; H5', H5''')
6.84-6.95 (br; 1H; H3''')
7.44 (t; ca.7Hz; 1H;
H4''')
8.42 (d; ca.4Hz; 1H;
H6''')
Ar
7.14 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
1H; H5*)
7.55-7.62 (m; 2H; H3*, H4')
7.69-7.73 (m; 2H; H3', H4*)
8.30 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
8.47 (d; ca.4Hz; 1H; H6*)
7.15 (dd; ca.8Hz, ca.5Hz;
1H; H5*)
7.54-7.64 (m; 2H; H3*, H4')
7.69-7.75 (m; 2H; H3', H4*)
8.30 (d; ca.5Hz; 1H; H6')
8.48 (d; ca.4Hz; 1H; H6*)
7.01-7.11 (m; 2H; H5', H5''')
3.45 (s; 3H;
7.43 (d; 7.1Hz; 2H; H2'',
7.06 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
OCH3)
H6'')
1H; H5')
3.84 (s; 3H;
7.93-8.03 (br; 1H; H3')
OCH3)
8.34 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
3.51-3.74 (m; 6H; H6, H8, N3CH2, N7CH2)
7.14-7.19 (m; 2H; H5*, H5''')
7.19-7.32 (m; 5H; H3*, H3''-H5'', H3''')
7.53-7.69 (m; 3H; H4', H4*, H4''')
8.50-8.54 (m; 2H; H6*, H6''')
6.84-6.98 (br; 1H; H3''')
3.47 (s; 3H;
2.94 (d; ca.10Hz;
7.48 (d; ca.8Hz; 1H; H3*)
1.49-1.73 (br; 4H; H2'',
7.33-7.43 (br; 1H; H4''')
OCH3)
1H)
7.60 (td; 7.7Hz, 1.5Hz; 1H;
H3'')
3.84 (s; 3H;
H4')
8.42 (d; ca.5Hz; 1H;
3.06 (d; ca.9Hz; 1H)
2.37-2.44 (m; 2H; H4'')
OCH3)
7.65-7.76 (m; 2H; H3', H4*)
H6''')
2.49-2.64 (m; 2H; H1'')
8.31 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
7.24 (t; 7.5Hz; 2H; H7'',
H9'')
8.49 (d; ca.4Hz; 1H; H6*)
3.43-3.72 (m; 4H; H6, H8, N7CH2)
7.03-7.12 (m; 4H; H5', H6'', H10'', H5''')
7.12-7.20 (m; 2H; H5*, H8'')
2.99 (d; 11.6Hz; 1H)
3.15 (d; 10.9Hz; 1H)
Experimenteller Teil
148
Verb.
37
trans
Verb.
41
trans
H2/4
5.60
(s; 1H)
5.84
(s; 1H)
5.44
(s; 2H)
43
trans
5.36
(s; 1H)
5.61
(s; 1H)
44
trans
5.36
(s; 1H)
5.61
(s; 1H)
Ester
3.44 (s; 3H;
OCH3)
3.84 (s; 3H;
OCH3)
R1
2.58-2.67 (m; 1H; H4'')
R2
6.81 (d; ca.7Hz; 1H;
H3''')
7.08 (dd; ca.7Hz,
ca.5Hz; 1H; H5''')
7.41 (t; ca.7Hz; 1H;
H4''')
8.43 (d; ca.4Hz; 1H;
H6''')
149
2.88-3.02 (m; 2H; H6 od. H8, H4'')
3.42-3.74 (m; 10H; H6, H8, H1''-H3'', N7CH2)
2.56 (d; 11.8Hz; 2H) 3.76 (s; 6H;
3.76 (s; 2H; NCH2)
0.90 (t; 6.7Hz; 3H; H1''')
3.06 (d; 11.8Hz; 2H) OCH3)
6.80 (d; 7.7Hz; 1H; H3'') 1.24-1.35 (m; 10H; H2'''6.99 (dd; ca.7Hz,
H6''')
1.36-1.47 (br; 2H; H7''')
ca.5Hz; 1H; H5'')
2.22-2.26 (m; 2H; H8''')
7.40 (td; 7.7Hz, 1.8Hz;
1H; H4'')
8.45 (d; ca.4Hz; 1H;
H6'')
0.88 (t; 6.9Hz; 3H; H1''')
3.73 (d; 16.2Hz; 1H;
2.72 (d; 11.8Hz; 1H) 3.44 (s; 3H;
2.94 (d; 10.9Hz; 1H) OCH3)
NCH2)
1.09-1.34 (m; 16H; H2'''H9''')
3.51 (d; 11.8Hz; 1H) 3.85 (s; 3H;
3.92 (br; 1H; NCH2)
3.61 (d; 10.9Hz; 1H) OCH3)
7.76 (d; ca.8Hz; 1H;
2.12-2.30 (m; 2H; H10''')
H3'')
8.53 (d; ca.5Hz; 1H;
H6'')
7.07-7.18 (m; 3H; H5', H5*, H5'')
7.58-7.73 (m; 4H; H3*, H4', H4*, H4'')
2.72 (d; 12.0Hz; 1H) 3.44 (s; 3H;
0.87 (t; 6.7Hz; 3H; H1''')
3.73 (d; 15.9Hz; 1H;
2.94 (d; 10.8Hz; 1H) OCH3)
NCH2)
1.09-1.34 (m; 24H; H2'''3.51 (d; 12.0Hz; 1H) 3.85 (s; 3H;
3.92 (br; 1H; NCH2)
H13''')
3.61 (d; 10.8Hz; 1H) OCH3)
7.75 (d; ca.7Hz; 1H;
2.09-2.29 (m; 2H; H14''')
H3'')
8.52 (d; ca.5Hz; 1H;
H6'')
7.07-7.18 (m; 3H; H5', H5*, H5'')
7.58-7.72 (m; 4H; H3*, H4', H4*, H4'')
Ar
7.03 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
1H; H5')
7.11-7.17 (m; 1H; H5*)
7.55 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; 1H;
H4')
7.66-7.76 (m; 3H; H3', H3*,
H4*)
8.28 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
8.47 (d; ca.5Hz; 1H; H6*)
7.14 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
2H; H5')
7.68 (td; 7.8Hz, 1.5Hz; 2H;
H4')
8.12 (d; 7.8Hz; 2H; H3')
8.49 (d; ca.4Hz; 2H; H6')
7.84 (d; 7.8Hz; 1H; H3')
8.47 (dd; ca.5Hz, ca.1Hz;
1H; H6')
8.55 (dd; ca.5Hz, ca.1Hz;
1H; H6*)
7.84 (d; ca.8Hz; 1H; H3')
8.46 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
8.54 (d; ca.5Hz; 1H; H6*)
Experimenteller Teil
42
cis
H6/8
3.07 (d; 11.1Hz; 1H)
H2/4
5.37
(s; 1H)
5.61
(s; 1H)
H6/8
2.72 (d; 12.0Hz; 1H)
2.95 (d; 10.9Hz; 1H)
3.51 (d; 12.0Hz; 1H)
3.61 (d; 10.9Hz; 1H)
Ester
3.45 (s; 3H;
OCH3)
3.86 (s; 3H;
OCH3)
46
trans
5.16
(s; 1H)
5.36
(s; 1H)
2.86 (d; 11.9Hz; 1H)
3.02 (d; 11.1Hz; 1H)
3.42 (s; 3H;
OCH3)
3.85 (s; 3H;
OCH3)
R1
R2
3.74 (d; 16.2Hz; 1H;
0.87 (t; 6.7Hz; 3H; H1''')
NCH2)
1.09-1.33 (m; 32H; H2'''H17''')
3.93 (br; 1H; NCH2)
2.12-2.30 (m; 2H; H18''')
7.76 (d; ca.7Hz; 1H;
H3'')
8.53 (d; ca.5Hz; 1H;
H6'')
7.08-7.19 (m; 3H; H5', H5*, H5'')
7.58-7.73 (m; 4H; H3*, H4', H4*, H4'')
7.33-7.43 (br; 1H; H3'')
7.27-7.32 (m; 3H; H2''',
7.64 (td; 7.7Hz, 1.6Hz;
H4''', H6''')
1H; H4'')
3.43-3.51 (m; 3H; H6 od. H8, N7CH2)
3.60-3.69 (m; 3H; H6 od. H8, N3CH2)
47
trans
5.36
(s; 1H)
5.65
(s; 1H)
2.75 (d; 11.6Hz; 1H)
2.93 (d; 10.6Hz; 1H)
3.53 (d; 11.6Hz; 1H)
3.62 (d; 10.6Hz; 1H)
3.45 (s; 3H;
OCH3)
3.86 (s; 3H;
OCH3)
7.11-7.23 (m; 4H; H5*, H5'', H3''', H5''')
8.50-8.58 (m; 2H; H6*, H6'')
0.80-1.12 (m; 1H; H3''')
3.73 (d; 15.9Hz; 1H;
1.13-1.46 (m; 3H; H2''',
NCH2)
H3''')
3.95 (br; 1H; NCH2)
2.14-2.34 (m; 2H; H1''')
2.39-2.52 (m; 2H; H4''')
7.23 (t; 7.3Hz; 2H; H7''',
H9''')
6.99-7.08 (m; 3H; H5', H6''', H10''')
7.11-7.20 (m; 3H; H5*, H5'', H8''')
7.59 (t; 7.5Hz; 1H; H4* od. H4'')
7.67-7.83 (m; 4H; H3', H3*, H3'', H4* od. H4'')
8.51-8.60 (m; 2H; H6*, H6'')
Ar
7.84 (d; ca.8Hz; 1H; H3')
8.47 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
8.55 (d; ca.4Hz; 1H; H6*)
7.05 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
1H; H5')
7.52 (td; 7.5Hz, 1.5Hz; 1H;
H4')
7.58 (td; 7.5Hz, 1.7Hz; 1H;
H4*)
7.68 (d; 7.5Hz; 1H; H3*)
7.92 (d; 7.5Hz; 1H; H3')
8.34 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
7.46 (t; 7.5Hz; 1H; H4')
8.44 (d; 3.3Hz; 1H; H6')
Experimenteller Teil
150
Verb.
45
trans
Verb.
48
trans
H2/4
5.45
(s; 1H)
5.88
(s; 1H)
H6/8
2.97 (d;
10.6Hz; 1H)
3.45-3.56 (m;
2H)
Ester
3.48 (s; 3H; OCH3)
3.88 (s; 3H; OCH3)
R1
0.86 (t; 6.9Hz;
3H; H1'')
1.17-1.33 (m;
18H; H2''-H10'')
R2
1.64-1.75 (m; 1H; H1'''
od. H2''')
1.99 (s; 6H; NCH3)
2.68-2.79 (m; 2H; H6 od. H8, H12'')
49
trans
5.41
(s; 1H)
5.62
(s; 1H)
2.75 (d;
11.8Hz; 1H)
2.92 (d;
10.9Hz; 1H)
3.53 (d;
11.8Hz; 1H)
3.44-3.51 (m;
1H)
3.49 (s; 3H; OCH3)
3.87 (s; 3H; OCH3)
50
cis
4.74
(s; 2H)
2.65 (d;
11.1Hz; 2H)
3.10 (d;
11.1Hz; 2H)
1.34 (t; 6.9Hz; 6H; CH3)
4.22-4.33 (m; 4H;
OCH2)
51
cis
4.67
(s; 2H)
2.76 (d;
11.9Hz; 2H)
3.23 (d;
11.9Hz; 2H)
1.29 (t; 7.1Hz; 6H; CH3)
4.19-4.26 (m; 4H;
OCH2)
1.52-1.64 (m; 3H; H11'', H1''' od. H2''')
2.18-2.45 (m; 3H; H12'', H1''' od. H2''')
2.04 (s; 3H; NCH3)
0.87 (t; 6.8Hz;
3H; H1'')
1.16-1.34 (m;
18H; H2''-H10'')
1.49-1.63 (m; 2H;
H11'')
2.28-2.39 (m; 1H;
H12'')
2.44-2.55 (m; 1H;
H12'')
2.38-2.55 (m; 8H; H1''2.03 (s; 3H;
H3'')
NCH3)
3.72 (br; 4H; H4'')
1.96 (s; 3H;
NCH3)
7.08-7.17 (m; 2H; H5', H5*)
7.54 (d; 7.8Hz; 1H; H3')
7.59-7.67 (m; 2H; H3*,H4*)
7.70 (td; 7.8Hz, 1.6Hz; 1H; H4')
8.50 (d; ca.5Hz; 2H; H6', H6*)
7.20 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 2H;
H5')
7.72 (td; 7.7Hz, 1.4Hz; 2H; H4')
8.08 (d; ca.7Hz; 2H; H3')
8.51 (d; ca.4Hz; 2H; H6')
7.11 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz,
ca.1Hz; 2H; H5')
7.52 (td; 7.7Hz, 1.6Hz; 2H; H4')
7.92 (d; 7.7Hz; 2H; H3')
8.43 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 2H;
H6')
151
Experimenteller Teil
3.59 (s; 2H; NCH2)
7.24 (dd; ca.7Hz, ca.
5Hz; 1H; H5'')
7.40 (d; 7.7Hz; 1H;
H3'')
7.68 (td; 7.7Hz, 1.3Hz;
1H; H4'')
8.63 (dd; 4.8Hz, ca.
1Hz; 1H; H6'')
Ar
7.09-7.16 (m; 2H; H5', H5*)
7.58-7.63 (m; 2H; H3*,H4*)
7.65 (d; ca.8Hz; 1H; H3')
7.73 (td; 7.6Hz, 1.6Hz; 1H; H4')
8.46 (d; ca.4Hz; 1H; H6')
8.53 (d; ca.5Hz; 1H; H6*)
H2/4
5.48
(s; 1H)
6.02
(s; 1H)
H6/8
2.71 (d;
12.0Hz; 1H)
2.95 (d;
10.9Hz; 1H)
3.45 (d;
10.9Hz; 1H)
3.56 (d;
12.0Hz; 1H)
2.52 (d;
12.1Hz; R2)
2.76 (d;
12.1Hz; R1)
2.96 (d;
12.4Hz; R2)
3.23 (d;
12.1Hz; R1)
53
cis
Rotamere
R1:R2
2:1
4.67
(s; R1)
4.74
(s; R2)
54
cis
4.77
(s; 2H)
2.72 (d;
11.5Hz; 2H)
3.15 (d;
11.5Hz; 2H)
55
cis
4.71
(s; 2H)
2.84 (d;
12.1Hz; 2H)
3.30 (d;
12.1Hz; 2H)
Ester
1.66-1.80 (m; 2H; H6'')
3.72-3.82 (m; 1H; H7'')
3.92-4.01 (m; 1H; H7'')
4.30 (t; 6.4Hz; 2H; H7'')
R1
2.32-2.48 (m; 1H;
H12''')
2.82-2.92 (m; 1H;
H12''')
R2
1.96 (s; 6H; NCH3)
2.11-2.32 (m; 2H; H1''''
od. H2'''')
0.81-0.91 (m; 9H; H1'', H1''')
0.91-1.51 (m; 37H; H2''-H6'', H2'''-H10''', H1'''' od. H2'''')
1.52-1.66 (m; 3H; H11''', H1'''' od. H2'''')
0.87 (t; 6.7Hz; 6H; H1'') 1.97 (s; NCH3
3.60 (s; 2H; NCH2)
1.21-1.39 (m; 20H; H2''- R1)
7.24 (dd; ca.7Hz, ca.
H6'')
2.03 (s; NCH3
5Hz; 1H; H5''')
1.61-1.75 (m; 4H; H7'')
R2)
7.39 (d; 7.6Hz; 1H;
4.08-4.25 (m; 4H; H8'')
H3''')
7.67 (td; 7.6Hz, 1.8Hz;
1H; H4''')
8.64 (dd; 4.8Hz, ca.
1Hz; 1H; H6''')
5.21 (d; 12.6Hz; 2H;
OCH2)
5.25 (d; 12.6Hz; 2H;
OCH2)
7.30-7.38 (m; 6H; H3''H5'')
7.44 (d; 6.6Hz; 4H; H2'',
H6'')
5.18-5.24 (m; 4H;
OCH2)
7.42 (d; 6.6Hz; 4H; H2'',
H6'')
2.03 (s; 3H;
NCH3)
2.32-2.55 (m; 8H; H1'''H3''')
3.67-3.73 (m; 4H; H4''')
1.97 (s; 3H;
NCH3)
3.60 (s; 2H; NCH2)
7.23 (dd; ca.8Hz, ca.
5Hz; 1H; H5''')
7.62 (td; ca.8Hz, 1.6Hz;
1H; H4''')
8.63 (d; ca.4Hz; 1H;
H6''')
7.30-7.37 (m; 7H; H3''-H5'', H3''')
Ar
7.09-7.16 (m; 2H; H5', H5*)
7.55 (d; 7.7Hz; 1H; H3*)
7.61 (td; 7.7Hz, 1.6Hz; 1H; H4*)
7.71 (d; 7.8Hz; 1H; H3')
7.74 (td; 7.8Hz, 1.5Hz; 1H; H4')
8.45 (d; ca.5Hz; 1H; H6')
8.53 (d; ca.4Hz; 1H; H6*)
7.11 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz, ca.
1Hz; H5' R1)
7.19 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz, ca.
1Hz; H5' R2)
7.53 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; H4' R1)
7.75 (td; 7.8Hz, 1.5Hz; H4' R2)
7.92 (d; 7.7Hz; H3' R1)
8.06 (d; 7.8Hz; H3' R2)
8.44 (dd; ca.5Hz, ca.1Hz; H6'
R1)
8.49 (dd; ca.5Hz, ca.1Hz; H6'
R2)
7.18 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 2H;
H5')
7.68 (td; 7.6Hz, 1.4Hz; 2H; H4')
8.01 (d; 7.6Hz; 2H; H3')
8.43 (d; ca.4Hz; 2H; H6')
7.10 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz; 2H;
H5')
7.50 (td; 7.7Hz, 1.6Hz; 2H; H4')
7.86 (d; 7.7Hz; 2H; H3')
8.38 (d; 3.8Hz; 2H; H6')
Experimenteller Teil
152
Verb.
52
trans
13
C-NMR-Daten der 2,4-Diaryl-9-oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäurederivate 21-55
*: Mit Standardmessparametern konnte kein Signal detektiert werden (s. 3.2.3.3.1)
Bei den angegebenen Kopplungskonstanten handelt es sich um Jn(C,F)-Kopplungen.
Verb.
21
cis
Rotamere
C1/5
63.03;
63.25;
63.31;
63.50
C2/4
72.11 (d;
1.5Hz);
72.20 (d;
1.5Hz);
72.42 (d;
1.5Hz);
72.53 (d;
1.5Hz)
C6/8
57.07;
58.23;
59.43
C9
203.86;
203.92
Ester
52.48; 52.22
(OCH3)
168.10; 168.18;
168.22 (C=O)
R1
43.28; 43.33
(NCH3)
R2
62.87; 62.92;
63.09 (NCH2)
127.97; 128.12;
128.67; 128.76;
128.88; 130.11;
130.59; 130.10
(C2''-C6'')
136.15; 136.59
(C1'')
22
trans
61.52;
64.53
67.82 (d;
1.5Hz);
68.58 (d;
1.5Hz)
53.59;
61.41
203.49
52.20; 52.79
(OCH3)
168.37; 168.89
(C=O)
66.63 (NCH2)
127.28 (C4'')
128.18 (C2'',
C6'')
128.88 (C3'',
C5'')
138.35 (C1'')
44.24 (NCH3)
Ar
114.84 (d; 20.5Hz); 115.95 (d;
20.5Hz); 115.66 (d; 21.1Hz);
115.83; 115.94; 115.99; 116.02;
116.05; 116.16 [C2', C4'] 124.31 (d;
2.2Hz); 124.42 (d; 2.9Hz); 124.79
(d; 2.9Hz); 124.87 (d; 2.9Hz) [C6']
129.82 (d; 8.1Hz); 129.97 (d; 8.1Hz)
[C5'] 140.61 (d; 6.6Hz); 140.83 (m);
141.18 (d; 6.6Hz); 141.46 (d; 7.3Hz)
[C1'] 162.47 (d; 245.9Hz); 162.59
(d; 245.2Hz); 163.30 (d; 246.6Hz);
163.42 (d; 245.9Hz) [C3']
114.91 (d; 21.2Hz); 115.61 (d;
21.2Hz); 116.05 (d; 22.7Hz); 116.48
(d; 22.7Hz) [C2', C4'] 124.64 (d;
2.9Hz); 124.86 (m) [C6'] 129.83 (d;
8.1Hz); 130.16 (d; 8.1Hz) [C5']
138.86 (d; 5.9Hz); 140.64 (d; 7.3Hz)
[C1'] 162.61 (d; 246.6Hz); 163.13
(d; 245.9Hz) [C3']
Experimenteller Teil
153
C1/5
63.22;
63.27;
63.46
C2/4
66.52;
66.69;
66.90
(d;
1.5Hz)
C6/8
57.42;
58.70;
58.77;
60.12
C9
203.87;
203.94
Ester
52.47; 52.52
(OCH3)
168.18; 168.26;
168.31 (C=O)
24
trans
61.54;
64.50
67.70
(d;
1.5Hz);
68.26
(d;
1.5Hz)
60.32;
64.08
203.55
52.22; 52.86
(OCH3)
168.41; 168.93
(C=O)
25
cis
Rotamere
63.23
71.98;
72.31
60.10;
60.20
203.47
67.52; 67.68
(OCH2)
128.60; 128.66;
128.73; 128.80;
128.83 (C2''C6'', C2'''-C6''')
135.04; 135.18
(C1'', C1''')
167.68 (C=O)
R1
53.16; 53.22
(NCH2)
R2
62.95; 62.98;
63.12 (NCH2)
Ar
114.95 (d; 20.5Hz); 115.05 (d;
19.8Hz); 115.80 (d; 21.2Hz); 116.12
(d; 22.0Hz); 116.17 (d; 22.0Hz);
116.75 (d; 22.7Hz); 116.91 (d;
22.7Hz) [C2', C4'] 124.65 (m); 124.78
(d; 1.5Hz); 125.62 (d; 2.2Hz); 125.72
(m) [C6'] 139.84 (d; 6.6Hz); 140.13 (d;
5.9Hz); 140.48 (d; 6.6Hz); 140.81 (d;
7.3Hz) [C1'] 162.57 (d; 246.6Hz);
162.69 (d; 245.9Hz); 163.39 (d;
246.6Hz); 163.54 (d; 245.9Hz) [C3']
133.13; 136.00; 136.56; 136.77
(C1'', C1''')
127.73; 127.97; 128.19; 128.24; 128.71; 128.78; 128.88; 129.87;
129.95; 130.03; 130.13; 130.16; 130.21; 130.47; 130.66 (C2''-C6'', C2'''C6''', C5')
53.73 (NCH2)
62.63 (NCH2) 114.88 (d; 21.2Hz); 115.59 (d;
128.22 (C2'',
130.27 (C2''', 21.2Hz); 116.03 (d; 22.7Hz); 116.50
C6'')
C6''')
(d; 22.0Hz) [C2', C4'] 124.59 (d;
137.99 (C1'')
136.55 (C1''') 2.9Hz); 124.86 (m) [C6'] 129.77 (d;
8.1Hz); 130.14 (d; 8.1Hz) [C5'] 138.80
(d; 5.9Hz); 140.47 (d; 6.6Hz) [C1']
127.19; 128.03 (C4'', C4''')
128.76; 128.86 (C3'', C3''', C5'', 162.54 (d; 246.6Hz); 163.12 (d;
246.6Hz) [C3']
C5''')
44.52 (NCH3) 115.01 (d; 20.5Hz); 115.57 (d;
43.15 (NCH3)
22.0Hz); 115.86 (d; 22.7Hz); 116.40
(d; 21.2Hz) [C2', C4'] 124.66 (d;
2.2Hz); 124.88 (m) [C6'] 129.88 (d;
8.1Hz); 130.16 (m) [C5'] 141.34141.79 (m) [C1'] 162.63 (d; 245.9Hz);
163.42 (d; 245.2Hz) [C3']
Experimenteller Teil
154
Verb.
23
cis
Rotamere
Verb.
26
cis
Rotamere
(DMSOd6)
C1/5
62.21;
62.29
C2/4
70.97;
71.08;
71.42;
71.49
C6/8
60.14;
60.21
C9
204.44;
204.51
Ester
168.75; 168.79;
168.84 (C=O)
R1
42.79 (NCH3)
R2
44.06 (NCH3)
27
cis
Rotamere
63.26;
63.58
72.00;
72.34
60.04;
60.13
203.83;
203.90
52.45; 52.49
(OCH3)
168.16; 168.18
(C=O)
43.23 (NCH3)
12.93; 14.26
(C2'''')
39.32; 42.94
(C1'''')
72.83 (NCH)
171.04 (C=O)
114.91; 115.11; 115.32; 115.48; 115.54; 115.70;
115.75; 115.89; 115.97; 116.11; 116.36; 124.35;
124.83; 126.14; 126.59; 126.78; 126.94; 127.63;
127.67; 127.73; 127.85; 128.22; 128.43; 128.52;
128.67; 128.93; 129.88; 129.96; 130.05; 130.15;
130.23 (C2', C4', C5', C6', C2''-C6'', C2''', C3''', C5''',
C6''') 136.39; 140.36; 140.83; 141.35; 141.42; 141.64;
141.71; 141.82; 142.54 (C1', C1'', C1''', C4''')
Ar
114.57; 114.75; 114.87; 114.97;
115.10; 115.20; 115.41; 115.87;
116.06; 116.11 [C2', C4'] 124.78125.04 (m) [C6'] 130.20-130.54 (m)
[C5'] 141.67 (d; 8.0Hz); 141.99 (d;
7.3Hz) [C1'] 161.76 (d; 243.0Hz);
162.53 (d; 243.0Hz) [C3']
162.66 (d; 245.9Hz); 163.42 (d;
245.9Hz) [C3']
Experimenteller Teil
155
C1/5
62.58
C2/4
73.91
C6/8
59.13
C9
203.79
Ester
52.59 (OCH3)
168.65 (C=O)
R1
43.37 (NCH3)
29
trans
62.13 ;
62.42
67.06
(C4);
68.35
(C2)
61.75
(C8);
65.94
(C6)
203.99
51.98 (OCH3(C5));
52.60 (OCH3(C1))
169.73 (C=O(C5));
170.32 (C=O(C1))
53.27 (NCH2)
127.16 (C4'')
128.05 (C2'', C6'')
128.68 (C3'', C5'')
138.95 (C1'')
30
trans
62.35
66.89;
68.42
60.11;
63.99
*
52.10; 52.74
(OCH3)
169.73; 170.42
(C=O)
53.47 (NCH2)
31
cis
62.45
73.74
60.83
203.16
32
cis
62.14
73.64
59.13
203.52
33
cis
62.53
74.00
58.87
203.53
67.42 (OCH2)
128.11; 128.48;
128.55 (C2''-C6'')
135.90 (C1'')
168.16 (C=O)
52.41 (OCH3)
168.56 (C=O)
52.58 (OCH3)
168.66 (C=O)
R2
62.24 (NCH2)
127.76 (C4'')
128.54 (C2'', C6'')
130.54 (C3'', C5'')
137.04 (C1'')
44.02 (NCH3)
61.96 (NCH2)
127.19; 127.41; 128.13; 128.52; 128.71;
129.60 (C2''-C6'', C2'''-C6''')
137.07; 138.83 (C1'', C1''')
43.28 (NCH3)
44.65 (NCH3)
43.23 (NCH3)
45.71 (NCH3)
55.07; 56.63 (C1'',
C2'')
43.25 (NCH3)
63.69 (NCH2)
122.52 (C5'')
124.60 (C3'')
136.41 (C4'')
149.71 (C6'')
157.10 (C2'')
Ar
122.98 (C5')
123.54 (C3')
136.26 (C4')
149.19 (C6')
158.58 (C2')
121.83 (C5*); 122.23 (C5',
C3*)
122.69 (C3')
136.07 (C4*); 136.23 (C4')
148.44 (C6*); 148.88 (C6')
157.35 (C2*); 159.24 (C2')
121.91; 122.41 (C3', C3*,
C5', C5*)
136.17 (C4', C4*)
148.47 (C6*); 149.02 (C6')
159.07 (C2', C2*)
122.90 (C5')
123.62 (C3')
136.32 (C4')
149.27 (C6')
159.27 (C2')
122.89 (C5')
123.72 (C3')
136.23 (C4')
149.12 (C6')
158.76 (C2')
122.96 (C5')
123.93 (C3')
136.36 (C4')
149.20 (C6')
158.65 (C2')
Experimenteller Teil
156
Verb.
28
cis
C1/5
62.53;
63.03
C2/4
67.49;
67.61
C6/8
59.11;
64.15
C9
*
Ester
51.94; 52.95
(OCH3)
170.08; 171.05
(C=O)
R1
14.19 (C1'')
22.72; 27.22;
28.57; 29.30;
29.60; 31.90 (C2''C7'')
49.36 (C8'')
35
trans
62.45;
62.98
67.49;
67.60
59.04;
64.05
*
51.97; 52.95
(OCH3)
170.05; 171.04
(C=O)
14.19 (C1'')
22.74; 27.21;
28.54; 29.39;
29.63, 31.97 (C2''C9'')
49.38 (C10'')
36
trans
62.53;
63.01
67.52;
67.66
59.10;
64.14
*
51.99; 52.97
(OCH3)
170.10; 171.05
(C=O)
37
trans
62.47;
62.95
67.49;
67.60
59.05;
64.06
*
51.97; 52.95
(OCH3)
170.05; 171.02
(C=O)
14.23 (C1'')
22.80; 27.25;
28.59; 29.45;
29.68; 29.72;
29.75; 29.77,
32.03 (C2''-C11'')
49.39 (C12'')
14.21 (C1'')
22.77; 27.22;
28.57; 29.44;
29.65; 29.70;
29.73; 29.75;
29.77; 32.01 (C2''C13'')
49.37 (C14'')
14.23 (C1'')
22.80; 27.23;
28.55; 29.47;
29.69; 29.73;
29.81; 32.04 (C2''C17'')
49.41 (C18'')
38
trans
62.45;
62.95
67.50;
67.64
59.07;
64.07
*
52.02; 52.99
(OCH3)
170.08; 171.00
(C=O)
R2
Ar
136.17 (C4'); 136.38 (C4*)
62.73 (NCH2)
148.44 (C6*); 148.85 (C6')
122.76 (C3''')
136.47 (C4''')
158.81 (C2*); 159.93 (C2')
149.21 (C6''')
157.59 (C2''')
121.51; 121.68; 121.86; 121.94; 121.97 (C3',
C3*, C5', C5*, C5''')
62.70 (NCH2)
136.19 (C4'); 136.44 (C4*)
122.79 (C3''')
148.39 (C6*); 148.86 (C6')
136.50 (C4''')
158.74 (C2*); 159.88 (C2')
149.21 (C6''')
157.57 (C2''')
121.52; 121.54; 121.70; 121.96; 121.99 (C3',
C3*, C5', C5*, C5''')
62.76 (NCH2)
136.19 (C4'); 136.42 (C4*)
122.78 (C3''')
148.44 (C6*); 148.89 (C6')
158.79 (C2*); 159.95 (C2')
136.49 (C4''')
149.26 (C6''')
157.63 (C2''')
121.53; 121.71; 121.99; 122.78 (C3', C3*, C5',
C5*, C5''')
62.71 (NCH2)
136.19 (C4'); 136.44 (C4*)
122.77 (C3''')
148.39 (C6*); 148.87 (C6')
136.50 (C4''')
158.73 (C2*); 159.91 (C2')
149.21 (C6''')
157.58 (C2''')
157
121.53; 121.71; 121.85; 121.97; 121.99 (C3',
C3*, C5', C5*, C5''')
62.65 (NCH2)
136.23 (C4'); 136.46 (C4*)
122.82 (C3''')
148.41 (C6*); 148.88 (C6')
158.69 (C2*); 159.86 (C2')
136.58 (C4''')
149.20 (C6''')
157.55 (C2''')
121.56; 121.74; 121.77; 121.94; 122.03 (C3',
C3*, C5', C5*, C5''')
Experimenteller Teil
Verb.
34
trans
C1/5
62.60
C2/4
68.24
C6/8
59.83;
63.97
C9
*
Ester
52.09; 52.77
(OCH3)
169.84; 170.49
(C=O)
R1
53.48 (NCH2)
127.21 (C4'')
128.27 (C3'', C5'')
128.67 (C2'', C6'')
138.88 (C1'')
40
trans
62.48
67.49;
67.71
59.09;
64.10
*
52.04; 52.97
(OCH3)
169.94; 170.97
(C=O)
27.84; 28.80 (C2'',
C3'')
35.72 (C4'')
49.22 (C1'')
125.84 (C8'')
128.41 (C7'', C9'')
128.46 (C6'',C10'')
142.34 (C5'')
48.94 (C4'')
61.87 (C1'')
70.11; 72.53 (C2'',
C3'')
41
trans
62.53;
63.25
67.92;
68.00
58.66;
64.33
205.38
52.00; 53.05
(OCH3)
169.91; 170.97
(C=O)
42
cis
62.62
70.42
59.34
203.99
52.63 (OCH3)
169.14 (C=O)
43
trans
62.48;
63.06
67.22;
68.05
59.66;
64.50
*
51.98; 52.89
(OCH3)
170.07; 170.94
(C=O)
R2
63.19 (NCH2)
Ar
122.25 (C5')
122.30 (C3')
149.03 (C6')
159.21 (C2')
121.90 (C5*, C5'''); 123.54 (C3*, C3'''); 136.15;
136.27; 136.51 (C4', C4*, C4'''); 148.52; 149.49
(C6*, C6'''); 157.33 (C2*, C2''')
62.75 (NCH2)
148.41 (C6*); 148.94 (C6')
122.87 (C3''')
158.56 (C2*); 159.80 (C2')
149.25 (C6''')
157.51 (C2''')
121.61; 121.79; 122.05 (C3', C3*, C5', C5*, C5''')
136.24; 136.42; 136.54 (C4', C4*, C4''')
62.74 (NCH2)
136.27 (C4'); 136.54 (C4*)
123.01 (C3''')
148.49 (C6*); 148.88 (C6')
136.62 (C4''')
158.65 (C2*); 159.40 (C2')
149.17 (C6''')
157.32 (C2''')
121.81; 121.92; 121.97; 122.08 (C3', C3*, C5',
C5*, C5''')
57.68 (NCH2)
14.22 (C1''')
122.79 (C5')
121.81 (C5'')
22.78; 26.80;
124.68 (C3')
124.10 (C3'')
27.84; 29.40;
135.87 (C4')
135.73 (C4'')
29.66; 31.98 (C2'''- 149.23 (C6')
149.40 (C6'')
C7''')
158.97 (C2')
156.73 (C2'')
57.82 (C8''')
55.07 (NCH2)
14.23 (C1''')
122.26 (C3')
148.50 (C6'')
22.79; 27.02;
136.38 (C4')
157.99 (C2'')
27.40; 29.43;
148.89 (C6'); 149.74 (C6*)
29.60; 29.63;
159.40; 159.58 (C2', C2*)
31.99 (C2'''-C9''')
56.68 (C10''')
121.80; 122.08; 122.11 (C5', C5*, C5''); 122.52 (C3*, C3''); 136.65;
136.70 (C4*, C4'')
Experimenteller Teil
158
Verb.
39
trans
Verb.
44
trans
C1/5
62.45;
63.06
C2/4
67.19;
68.02
C6/8
59.60;
64.47
C9
205.27
Ester
51.96; 52.87
(OCH3)
170.05; 170.93
(C=O)
45
trans
62.46;
63.06
67.20;
68.02
59.63;
64.48
*
51.96; 52.87
(OCH3)
170.05; 170.93
(C=O)
46
trans
62.48
67.30;
68.53
60.25;
63.94
*
52.10; 52.76
(OCH3)
169.65; 170.30
(C=O)
R1
55.05 (NCH2)
148.47 (C6'')
158.06 (C2'')
R2
Ar
122.25.25 (C3')
14.21 (C1''')
136.37 (C4')
22.78; 27.01;
148.87 (C6'); 149.72 (C6*)
27.38; 29.45;
159.38; 159.54 (C2', C2*)
29.59; 29.67;
29.75; 29.76;
29.79; 32.02 (C2'''C13''')
56.64 (C14''')
121.78; 122.06; 122.10 (C5', C5*, C5''); 122.50 (C3*, C3'')
136.67 (C4*, C4'')
55.05 (NCH2)
14.21 (C1''')
122.24 (C3')
22.78; 27.01;
148.48 (C6'')
136.37 (C4')
158.04 (C2'')
27.39; 29.45;
148.87 (C6'); 149.72 (C6*)
29.60; 29.68;
159.40; 159.56 (C2', C2*)
29.76; 29.78;
29.80; 32.02 (C2'''C17''')
56.65 (C18''')
121.78; 122.05; 122.09 (C5', C5*, C5''); 122.50 (C3*, C3'')
136.67 (C4*, C4'')
55.19 (NCH2)
62.03 (NCH2)
136.17 (C4'); 136.82 (C4*)
136.36 (C4'')
127.41 (C4''')
149.07 (C6'); 149.51 (C6*)
148.31 (C6'')
128.51 (C2''', C6''') 158.82; 159.34 (C2', C2*)
156.79 (C2'')
129.64 (C3''', C5''')
137.05 (C1''')
121.95; 122.08; 122.53; 122.61; 122.94 (C3', C3*, C3'', C5', C5*, C5'')
Experimenteller Teil
159
C1/5
62.45;
63.10
C2/4
67.10;
67.91
C6/8
59.63;
64.25
C9
*
Ester
51.99; 52.91
(OCH3)
170.05; 170.96
(C=O)
48
trans
62.30;
63.62
66.85;
67.37
58.87;
64.86
207.13
51.82; 53.00
(OCH3)
170.31; 171.46
(C=O)
49
trans
62.55;
62.77
67.73;
67.83
61.34;
66.07
*
51.96; 52.92
(OCH3)
170.29; 171.08
(C=O)
50
cis
62.29
73.70
59.10
203.35
14.15 (CH3)
61.77 (OCH2)
168.19 (C=O)
51
cis
62.45
73.91
58.78
203.33
14.15 (CH3)
61.73 (OCH2)
168.12 (C=O)
R1
55.02 (NCH2)
148.51 (C6'')
158.10 (C2'')
R2
Ar
136.43 (C4')
26.58 (C3''')
148.83 (C6'); 149.73 (C6*)
29.12 (C2''')
159.32 (C2'); 159.48 (C2*)
35.76 (C4''')
56.29 (C1''')
125.82 (C8''')
128.37 (C6''', C7''',
C9''', C10''')
142.36 (C5''')
121.82; 122.04; 122.12; 122.52 (C3', C3*, C3'', C5', C5*, C5'')
136.71 (C4*, C4'')
14.21 (C1'')
45.72 (NCH3)
120.96 (C3')
22.77; 27.23;
53.71; 56.71 (C1''', 121.53; 121.65 (C5', C5*)
28.86; 29.42;
C2''')
121.75 (C3*)
29.69; 29.72;
136.37; 136.55 (C4', C4*)
29.74; 32.00 (C2''148.43 (C6'); 148.69 (C6*)
C11'')
159.37 (C2'); 160.28 (C2*)
49.05 (C12'')
121.68; 121.86 (C3', C5',
14.24 (C1'')
43.81 (NCH3)
C5*)
22.82; 27.20;
122.37 (C3*)
28.41; 29.47;
136.16; 136.34 (C4', C4*)
29.69; 29.73;
148.45; 148.68 (C6', C6*)
29.74; 29.76;
158.79; 160.04 (C2', C2*)
29.79; 32.04 (C2''C11'')
49.25 (C12'')
54.07; 56.05 (C1''- 122.96 (C5')
43.26 (NCH3)
C3'')
123.81 (C3')
66.98 (C4'')
136.16 (C4')
149.24 (C6')
159.13 (C2')
43.09 (NCH3)
63.70 (NCH2)
122.82 (C5')
122.42 (C5'')
124.05 (C3')
124.50 (C3'')
136.19 (C4')
136.37 (C4'')
149.05 (C6')
149.56 (C6'')
158.84 (C2')
157.30 (C2'')
Experimenteller Teil
160
Verb.
47
trans
Verb.
52
trans
C1/5
62.10;
63.85
C2/4
66.50;
67.11
C6/8
58.65,
65.04
C9
207.53
53
cis
Rotamere
R1:R2
2:1
62.33;
62.58
73.90;
73.97
58.81;
60.91
203.12;
203.37
54
cis
62.58
73.58
58.99
202.92
55
cis
62.75
73.83
58.70
202.87
Ester
R1
65.06; 66.13 (C7'') 49.20 (C12''')
170.05; 171.23
(C=O)
14.18; 14.22 (C1'', C1''')
22.70; 22.80; 25.88; 25.98; 27.39;
28.25; 28.72; 28.99; 29.04; 29.29;
29.46; 29.75; 29.76; 29.82; 29.84;
31.81; 31.87; 32.03 (C2''-C6'', C2'''C11''')
14.23 (C1'')
43.14; 43.33
22.78; 25.97;
(NCH3)
28.47; 29.31;
31.94 (C2''-C7'')
65.86 (C8'')
168.18; 168.21
(C=O)
43.21 (NCH3)
67.51 (OCH2)
128.16 (C4'')
128.49 (C3'', C5'')
128.59 (C2'', C6'')
135.84 (C1'')
168.29 (C=O)
43.03 (NCH3)
67.43 (OCH2)
128.12 (C4'')
128.49 (C3'', C5'')
128.53 (C2'', C6'')
135.90 (C1'')
168.24 (C=O)
R2
45.71 (NCH3)
53.59; 56.73
(C1'''', C2'''')
Ar
120.59 (C3')
121.37; 121.41; 121.47
(C3*, C5', C5*)
136.38; 136.59 (C4', C4*)
148.51; 148.63 (C6', C6*)
159.95; 160.56 (C2', C2*)
63.76 (NCH2)
122.78; 122.89 (C5')
122.42 (C5''')
123.71; 124.05 (C3')
124.52 (C3''')
149.08; 149.22 (C6')
149.59 (C6''')
136.16; 136.28; 136.34 (C4', C4''')
157.37; 158.94; 159.48 (C2', C2''')
54.01; 54.07;
56.13 (C1'''-C3''')
66.98 (C4''')
122.94 (C5')
123.78 (C3')
136.19 (C4')
149.33 (C6')
158.98 (C2')
63.65 (NCH2)
122.45 (C5''')
124.48 (C3''')
136.39 (C4''')
149.56 (C6''')
157.30 (C2''')
122.82 (C5')
124.06 (C3')
136.21 (C4')
149.17 (C6')
158.65 (C2')
Experimenteller Teil
161
Experimenteller Teil
6.7.
Synthese der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ole
6.7.1.
Reduktion zu den 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxy-methyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen 56-62 modifiziert nach104
R
2
N
6
8
7
1'/ 1*
Ar:
OH
2'/ 2*
HO
9
5
OH
1
4
N
R
3'/ 3*
4'/ 4*
3
Ar
2
Ar
6'/ 6*
N
6'/ 6*
1' /1*
5'/ 5*
2'/ 2*
5'/ 5*
4'/ 4*
3'/ 3*
F
1
Verb.
Ar
R1
R2
Verb.
Ar
R1
R2
3-F-CH3
2-CH3
-CH3
-CH3
56
60
cis
Phenyl
cis
Pyridyl
syn
syn
Rotamere
3-F-CH3
2-CH3
Benzyl
Benzyl
57
61
cis
Phenyl
cis
Pyridyl
syn
syn
Rotamere
2-CH3
2-Picolyl
3-FBenzyl
-CH3
58
62
cis/trans
cis
Pyridyl
Phenyl
syn
*
Rotamere
3-FBenzyl
Benzyl
59
Phenyl
cis
Rotamere
*: Konfiguration an C9 konnte nicht durch 1D-NOESY-Messungen bestimmt werden (s. 3.2.9)
10mmol des entsprechend substituierten 9-Oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan1,5-dicarbonsäuredimethylesters (HZ2, 3FLB, 21-23, 28, 33) werden in 100ml
wasserfreiem THF gelöst und unter Rückfluss erhitzt. Man gibt 5.7g (150mmol)
NaBH4 unter starkem Rühren hinzu. Es wird über einen Zeitraum von 1-2h 25ml
wasserfreies MeOH zugetropft. Sollte nach 2h noch immer Edukt vorhanden
sein, gibt man erneut 1.9g (50mmol) NaBH4 zur Lösung und tropft weitere 5ml
wasserfreies MeOH zu. Dieser Vorgang kann mehrmals bis zur vollständigen
162
Experimenteller Teil
Reduktion des Eduktes wiederholt werden. Die Reaktion wird mittels DC (Stat.
Phase: bas. ALOX; FM: CHCl3/MeOH 20+5; RF=0.4-0.5) verfolgt. Wenn die
Reaktion beendet ist, wird durch Zugabe von 50ml H2O und 20ml 0.1M NaOHLösung hydrolysiert und unter Rückfluss 0.5h erhitzt, bis keine Gasentwicklung
mehr zu beobachten ist. Man lässt den Ansatz abkühlen und trennt die THFPhase von der Wasserphase. Die organische Phase wird über Na2SO4
getrocknet und weitestgehend zur Trockene eingeengt. Der Rückstand wird in
150ml 3M HCl aufgenommen und 2.5h unter Rückfluss erhitzt. Die Lösung wird
mit 2.5M NaOH-Lösung auf pH 9 eingestellt und mit 4x50ml CHCl3 extrahiert. Die
organischen Phasen werden vereinigt und mit 3x80ml halbkonzentrierter
NaHCO3-Lösung, 1x80ml halbkonzentrierter und 1x80ml gesättigter NaClLösung gewaschen und über Na2SO4 getrocknet. Das Lösungsmittel wird im
Vakuum entfernt. Man erhält das entsprechende 1,5-Di-(hydroxymethyl)-3,7diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ol
als
Rohprodukt.
Aufarbeitung
erfolgt
nach
folgenden Methoden:
Methode 1 : Der Rückstand wird in 100ml EtOH/Aceton 1:1 gelöst. Man gibt 4g
Aktivkohle hinzu und erhitzt die Lösung 1.5h unter Rückfluss. Die
Aktivkohle wird abfiltriert, mit EtOH gewaschen. Das Lösungsmittel
wird im Vakuum abdestilliert.
a) Der Rückstand wird aus CHCl3 umkristallisiert.
b) Der Rückstand wird aus Aceton umkristallisiert.
Methode 2 : Der Rückstand wird aus Cyclohexan umkristallisiert.
Methode 3 : Der Rückstand wird aus Cyclohexan umkristallisiert. Das erhaltene
Produkt wird aus MeOH/H2O umkristallisiert.
Verbindung 58 fällt als cis/trans-Gemisch an. Durch Umkristallisation kann nur
wenig cis-Isomer auskristallisiert werden. Zur weiteren Umsetzung wird jedoch
das Gemisch eingesetzt.
Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.7.3-0.
163
Experimenteller Teil
6.7.2.
N-Debenzylierung zu den 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-olen 63-65
R
2
N
6
8
7
HO
9
5
6'/ 6*
Ar:
OH
OH
1
1' /1*
5'/ 5*
2'/ 2*
4'/ 4*
3'/ 3*
3
Ar
N
4
R
Verb.
63
cis
syn
Rotamere
64
syn
trans
65
cis
1mmol
des
2
F
Ar
1
Ar
3-F-Phenyl
R1
-CH3
R2
-H
3-F-Phenyl
-H
-CH3
3-F-Phenyl
-H
-H
entsprechend
benzylsubstituierten
1,5-Di-(hydroxymethyl)-3,7-
diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ols (57-59) werden in 30ml MeOH gelöst. Man gibt
vorsichtig 1.1g (0.5mmol) 10% Pd/C (50% angefeuchtet mit H2O) hinzu. Es wird
bei Raumtemperatur und 50bar H2-Druck hydriert. Die Reaktion kann mittels DC
(Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc/EtOH 1:1; RF=0.2-0.4) kontrolliert werden.
Nach 3h ist die Reaktion beendet. Der Katalysator wird vorsichtig abfiltriert und
mit MeOH gewaschen. Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert. Das
Rohprodukt wird nach folgenden Methoden aufgearbeitet:
Methode 4 : Man kristallisiert aus Aceton um.
Methode 5 : Man kristallisiert aus Aceton/H2O um.
Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.7.3-0.
164
Experimenteller Teil
6.7.3.
Analytische
Daten
der
2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diaza-
bicyclo[3.3.1]nonan-9-ole 56-65
Verb.
Summenformel
56
57
58
59
60
C23H28F2N2O3
C29H32F2N2O3
C29H32F2N2O3
C35H36F2N2O3
C21H28N4O3
C27H32N4O3
61
C26H31N5O3
62
C22H26F2N2O3
63
C22H26F2N2O3
64
C21H24F2N2O3
65
* cis-Isomer aus MeOH/H2O
Molmasse
(g/mol)
418.5
494.6
494.6
570.7
384.5
Ausbeute (% d. Th.)
[Methode]
65 [1a]
62 [2]
77 [3]
39 [3]
60 [1a] (Lit.: 3576)
460.6
461.6
404.5
404.5
390.4
58 [2]
7 [1b]
14 [4]
16 [5]
23 [5]
Smt (°C)
195
165
133*
124
200 (Zers.)
(Lit.: 74-7576)
176
237 (Zers.)
155 (Zers.)
165 (Zers.)
159 (Zers.)
IR-Daten der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9ole 56-65
Verb.
56
57
58
59
60
61
62
63
64
65
Wellenzahl (cm-1)
3250 (breit), 2940, 2780, 1610, 1590, 1480, 1450, 1260, 1240, 1070,
1040, 780, 750, 700
3340 (breit), 2930, 2850, 1610, 1590, 1480, 1450, 1250, 1050, 1030,
780, 750, 700
3350 (breit), 3030, 2930, 2840, 2790, 1610, 1590, 1480, 1450, 1230,
1130, 1070, 1030, 780, 740, 700
3370 (breit), 3030, 2930, 2810, 1610, 1590, 1480, 1450, 1240, 1130,
1030, 780, 750, 700
3240 (breit), 2930, 2840, 2790, 1590, 1570, 1470, 1430, 1090, 1060,
1000, 770, 740
3350 (breit), 3030, 2950, 2840, 2790, 1590, 1570, 1470, 1430, 1260,
1240, 1080, 1060, 1040, 770, 750, 700
3390 (breit), 2940, 2810, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1080, 1040,
1000, 900, 780, 760, 680
3520 (breit), 3280, 2950, 2890, 1610, 1590, 1480, 1450, 1360, 1270,
1230, 1070, 920, 780, 760, 700
3430 (breit), 3210, 3070, 2940, 2800, 1610, 1590, 1480, 1450, 1270,
1240, 1150, 1080, 1050, 910, 790, 690
3300 (breit), 2930, 2870, 1610, 1590, 1480, 1450, 1240, 1140, 1070,
870, 790, 700
Methode
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
165
H-NMR-Daten der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ole 56-65
Verb.
56
cis
syn
Rotamere
(DMSOd6)
57
cis
syn
Rotamere
H2/4
3.66-3.70
(m; 2H)
H6/8
1.69-1.77 (m; 2H)
2.23-2.30 (m; 2H)
H9/OH
4.01 (br;
1H; H9)
4.79 (br;
1H; OH)
4.00 (s)
4.02 (s)
4.10 (s)
4.11 (s)
1.38 (d; 11.6Hz)
1.49 (d; 11.9Hz)
1.59 (d; 11.1Hz)
2.46-2.52 (m)
4.13 (s;
1H; H9)
4.66 (br;
1H; OH)
58
cis
syn
Rotamere
4.66 (s;
1H)
4.71 (s;
1H)
1.28-1.34 (m; 2H)
2.24-2.34 (m; 2H)
3.98 (s;
1H; H9)
4.33 (br;
1H; OH)
59
cis
Rotamere
4.56 (s)
4.59 (s)
4.66 (s)
4.68 (s)
4.35 (s;
2H)
1.29 (d; 11.6Hz)
1.37-1.42 (m)
1.52 (d; 11.6Hz)
2.40-2.45 (m)
1.38 (d; 11.8Hz; 2H)
2.21 (d; 11.8Hz; 2H)
4.00 (br;
1H; H9)
4.21 (br;
1H; OH)
3.85 (s;
1H; H9)
4.09 (br;
1H; OH)
60
cis
syn
CH2OH
2.73-2.77 (m;
2H; OCH2)
3.43-3.48 (m;
2H; OCH2)
4.46-4.50 (m;
2H; OH)
3.23-3.32 (m;
4H; OCH2)
R1
1.63 (s; 3H; NCH3)
R2
2.06-2.08 (m; 3H;
NCH3)
1.73-1.77 (m; 3H;
NCH3)
3.01 (d; 12.0Hz;
NCH2)
3.23-3.32 (m; 1H;
NCH2)
3.50 (d; 12.0Hz;
NCH2)
3.43-3.47 (m; 2H;
NCH2)
6.97-7.02 (m; 4H)
7.12-7.47 (m; 7H)
7.98-8.08 (m; 2H)
2.70-3.71 (m; 8H; OCH2, NCH2)
3.00-3.22 (m;
2H; OH)
3.23-3.29 (m;
4H; OCH2)
Ar
6.96-7.08 (m; 4H; H4',
H2', H6')
7.25-7.31 (m; 1H; H5')
7.39-7.47 (m; 1H; H5')
7.77-7.90 (m; 2H; H6',
H2')
6.76-8.01 (m; 13H; Ar-H)
2.09-2.14 (m; 3H;
NCH3)
6.81-8.19 (m; 18H; Ar-H)
3.16 (d;
11.5Hz; 2H;
OCH2)
3.49 (d;
11.5Hz; 2H;
OCH2)
4.23 (br; 2H;
OH)
1.93 (s; 3H; NCH3)
2.07 (s; 3H; NCH3)
7.20 (ddd; 7.6Hz,
ca.5Hz, 1.2Hz; 2H; H5')
7.76 (td; 7.6Hz, 1.3Hz;
2H; H4')
8.10 (d; 7.6Hz; 2H; H3')
8.49 (d; ca.4Hz; 2H;
H6')
Experimenteller Teil
166
1
Verb.
61
cis
syn
(DMSOd6)
62
cis
63
cis
syn
Rotamere
(DMSOd6)
64
trans
syn
(DMSOd6)
R1
1.52 (s; 3H;
NCH3)
R2
3.17 (s; 2H; NCH2)
7.32-7.53 (m; 5H;
H2''-H6'')
Ar
7.08-7.17 (m; 2H; H5')
7.32-7.53 (m; 2H; H4')
7.90 (d; 7.9Hz; 2H; H3')
8.36 (d; 4.4Hz; 2H; H6')
1.78 (s; 3H;
NCH3)
7.13 (dd; ca.7Hz,
ca.5Hz; 2H; H5')
7.51 (t; ca.7Hz; 2H;
H4')
7.87 (d; 7.8Hz; 2H; H3')
8.42 (d; ca.4Hz; 2H;
H6')
4.15 (s;
1H; H9)
4.88-4.89
(m; 1H;
OH)
2.56-2.62 (m; 2H;
OCH2)
3.36-3.39 (m; 2H;
OCH2)
4.44 (d; m; 2H;
OH)
1.63 (s; 3H;
NCH3)
3.47 (s; 2H; NCH2)
7.21-7.29 (m; 1H;
H5'')
7.42 (d; 7.8Hz;
1H; H3'')
7.73 (t; ca.7Hz;
1H; H4'')
8.62 (d; ca.4Hz;
1H; H6'')
NH
keine Zuordnung
3.69 (d;
4.5Hz;
1H; H9)
4.65 (d;
4.5Hz;
1H; OH)
2.56-2.62 (m; 1H;
OCH2)
3.07-3.10 (m; 1H;
OCH2)
3.36-3.42 (m; 2H;
OCH2)
4.34 (t; 5.0Hz;
1H; OH)
4.44 (t; 4.5Hz;
1H; OH)
NH
keine
Zuordnung
H6/8
1.91 (d; 11.8Hz; 2H)
2.27 (d; 11.8Hz; 2H)
H9/OH
4.03 (s;
1H; H9)
4.64 (br;
1H; OH)
3.80 (s;
2H)
2.01-2.13 (br; 4H)
4.21-4.30
(br; 2H;
H9, OH)
3.81-3.84
(m; 2H)
2.34-2.41 (m; 2H)
2.56-2.62 (m; 2H)
4.14 (s;
1H)
4.50 (s;
1H)
1.92 (d; 11.6Hz; 1H)
2.08-2.11 (m; 1H)
2.56-2.62 (m; 1H)
3.07-3.10 (m; 1H)
2.19 (s; 3H; NCH3)
6.98-7.04 (m; 2H; H2'
od. H4', H6')
7.04-7.14 (m; 2H; H2'
od. H4')
7.29-7.36 (m; 1H; H5')
7.44-7.51 (m; 2H; H2'
od. H4', H5', H6')
7.59-7.62 (m; 1H; H2'
od. H4', H6')
6.88-6.93 (td; 8.4Hz,
2.0Hz; 1H; H4')
7.06-7.15 (m; 3H; H2',
H4', H6')
7.15-7.25 (m; 1H; H5')
7.37-7.40 (m; 2H; H5',
H6')
7.45-7.48 (m; 1H; H2')
167
Experimenteller Teil
CH2OH
2.62 (d; 11.5Hz;
2H; OCH2)
3.60 (d; 11.5Hz;
2H; OCH2)
4.24 (br; 2H; OH)
2.67-2.78 (m; 2H;
OCH2)
3.66-3.76 (m; 2H;
OCH2)
4.30-4.42 (br; 2H;
OH)
H2/4
3.69 (s;
2H)
H2/4
4.89 (s;
2H)
H6/8
2.29 (d; 15.1Hz; 2H)
2.83 (d; 15.1Hz; 2H)
H9/OH
4.21 (s;
1H)
CH2OH
3.05 (d;
10.8Hz; 2H;
OCH2)
3.29 (d;
10.8Hz; 2H;
OCH2)
R1
NH
keine Zuordnung
R2
NH
keine Zuordnung
Ar
6.90-7.40 (m; 8H; Ar-H)
13
C-NMR-Daten der 2,4-Diaryl-1,5-di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ole 56-65
Bei den angegebenen Kopplungskonstanten handelt es sich um Jn(C,F)-Kopplungen.
Verb.
56
cis
syn
Rotamere
(DMSOd6)
C1/5
41.59;
41.62
C2/4
66.70;
66.79;
66.99;
67.07
C6/8
57.67;
57.71;
57.78;
57.82
C9
68.51;
68.59;
68.94;
68.99
CH2O
63.60;
63.73;
63.83;
63.97
R1
43.48; 43.53;
43.57 (NCH3)
R2
45.46; 45.52;
45.57 (NCH3)
Ar
113.07 (d; 21.2Hz); 113.11 (d; 21.2Hz);
113.78 (d; 21.2Hz); 113.82 (d; 22.0Hz);
115.04 (d; 22.0Hz); 115.18 (d; 22.0Hz);
116.35 (d; 20.5Hz); 116.38 (d; 20.5Hz)
[C2', C4'] 124.80 (d; 2.2Hz); 124.93 (d;
2.2Hz); 125.57 (d; 2.2Hz); 125.61 (d;
2.2Hz) [C6'] 128.84 (d; 8.1Hz); 128.90
(d; 8.1Hz); 129.58 (d; 8.1Hz); 129.70 (d;
8.1Hz) [C5'] 145.58 (2d; 6.2Hz); 145.88
(2d; 6.2Hz) [C1'] 161.35 (d; 242.2Hz);
161.37 (d; 242.2Hz); 162.59 (d;
241.5Hz) [C3']
Experimenteller Teil
168
Verb.
65
cis
Verb.
57
cis
syn
Rotamere
C1/5
41.67;
41.78;
41.79;
41.92
C2/4
64.98
(d; 1.5Hz);
65.06
(d; 1.5Hz);
65.22
(d; 1.5Hz);
65.34
(d; 1.5Hz)
C6/8
54.92;
55.96;
55.99;
57.08
C9
80.47;
80.58;
80.66
CH2O
68.26;
68.29;
68.36
58
cis
syn
Rotamere
41.63;
41.67
58.92;
59.16
58.12;
58.22
80.35;
80.48
68.23
59
cis
Rotamere
41.51;
41.63;
41.77
58.89;
58.97;
59.14
(d; 1.5Hz);
59.23
55.07;
56.22;
56.29;
57.53
80.09;
80.18;
80.27
68.21;
68.26;
68.34
R1
44.25; 44.29
(NCH3)
R2
64.08; 64.15
(NCH2)
127.55; 127.65;
128.37; 128.47;
128.62; 130.06;
130.49; 130.56
(C2''-C6'')
136.81; 137.25;
137.47 (C1'')
169
Experimenteller Teil
Ar
113.47 (d; 20.5Hz); 113.53 (d; 20.5Hz);
114.28 (d; 22.0Hz); 114.31 (d; 22.0Hz);
116.10 (d; 22.0Hz); 116.21 (d; 22.0Hz);
116.50 (d; 21.2Hz); 116.67 (d; 20.5Hz)
[C2', C4'] 125.08 (d; 2.9Hz); 125.12 (d;
2.9Hz); 125.37 (d; 2.2Hz); 125.41 (d;
2.9Hz) [C6'] 128.75 (d; 8.1Hz); 128.85
(d; 8.8Hz); 129.37 (d; 7.3Hz); 129.41 (d;
8.1Hz) [C5'] 143.75 (d; 5.9Hz); 144.05
(d; 6.6Hz); 144.31 (d; 6.6Hz); 144.64 (d;
6.6Hz) [C1'] 162.14 (d; 243.7Hz);
162.25 (d; 244.4Hz); 163.43 (d;
244.4Hz); 163.53 (d; 244.4Hz)
54.54 (NCH2)
45.39 (NCH3)
113.70 (d; 20.5Hz); 113.76 (d; 20.5Hz);
125.89 (C4'')
114.38 (d; 22.0Hz); 114.47 (d; 22.0Hz);
126.81 (C2'',
116.81 (d; 22.0Hz); 117.15 (d; 20.5Hz)
C6'')
[C2', C4'] 127.72; 127.74; 127.77 [C6']
130.45 (C3'',
128.95 (d; 8.8Hz); 129.59 (d; 8.1Hz);
C5'')
129.75 (d; 8.1Hz) [C5'] 143.89 (d;
135.55 (C1'')
5.9Hz); 144.03 (d; 5.9Hz); 144.16 (d;
6.6Hz); 144.34 (d; 6.6Hz) [C1'] 162.44
(d; 244.4Hz); 163.70 (d; 244.4Hz)
53.78; 54.14;
64.09; 64.15;
113.52 (d; 20.5Hz); 113.60 (d; 19.8Hz);
54.20 (NCH2)
114.38 (d; 22.0Hz); 114.40 (d; 21.2Hz);
64.34 (NCH2)
116.74; 116.87; 116.93; 116.97; 116.99
(d; 20.5Hz) [C2', C4'] 142.96 (d; 6.6Hz);
143.31 (d; 6.6Hz); 143.58 (d; 7.3Hz);
143.95 (d; 7.3Hz) [C1'] 162.19 (d;
244.4Hz); 162.30 (d; 244.4Hz); 163.50
(d; 245.2Hz); 163.62 (d; 244.4Hz)
125.82; 125.92; 126.80; 127.55; 127.67; 127.71; 127.73; 128.04; 128.09;
128.37; 128.40; 128.48; 128.60; 128.63; 128.80; 128.88; 128.91; 128.99;
129.14; 129.31; 129.37; 129.45; 129.98; 130.06; 130.12; 130.56; 130.60
(C5', C6', C2''-C6'', C2'''-C6''') 135.42; 136.59; 137.11; 137.34 (C1'', C1''')
C1/5
42.68
C2/4
67.55
C6/8
57.88
C9
81.39
CH2O
68.52
R1
44.49 (NCH3)
R2
45.71 (NCH3)
61
cis
syn
(DMSOd6)
42.08
69.51
56.17
67.05
63.07;
63.19
43.50 (NCH3)
62
cis
43.94
73.30
50.73
69.03
62.74
45.00 (NCH3)
63
cis
syn
Rotamere
(DMSOd6)
40.97;
41.01
68.25;
68.32;
68.44
48.74;
48.82;
48.83;
48.93;
48.99
70.06;
70.07;
70.10
63.48;
63.58;
63.65;
63.73
44.07 (NCH3)
63.91 (NCH2)
127.08 (C4'')
127.08; 128.18
(C2''-C6'')
130.28 (C3'',
C5'')
137.83 (C1'')
65.64 (NCH2)
122.19 (C5'')
124.79 (C3'')
136.16 (C4'')
149.41 (C6'')
158.58 (C2'')
NH
Ar
122.36 (C5')
124.00 (C3')
136.70 (C4')
148.26 (C6')
163.03 (C2')
121.82 (C5')
123.62 (C3')
135.54 (C4')
147.38 (C6')
162.84 (C2')
122.42 (C5')
123.90 (C3')
136.53 (C4')
148.05 (C6')
161.46 (C2')
113.54 (d; 21.2Hz); 113.59 (d; 20.5Hz);
114.02 (d; 21.2Hz); 114.07 ( d; 21.2Hz);
114.43 (d; 22.0Hz); 116.65 (d; 21.2Hz);
116.71 (d; 21.2Hz) [C2', C4'] 123.50 (d;
2.2Hz); 123.80 (d; 2.2Hz); 125.97 (d;
2.2Hz); 126.02 (d; 2.2Hz) [C6'] 129.29
(d; 8.1Hz); 129.44 (d; 8.1Hz); 130.12 (d;
8.1Hz) [C5'] 143.43 (d; 5.9Hz); 143.48
(d; 5.9Hz); 143.56 (d; 6.6Hz); 143.59 (d;
6.6Hz) [C1'] 161.55 (d; 243.0Hz);
161.60 (d; 243.0Hz); 162.68 (d;
242.2Hz); 162.76 (d; 242.2Hz)
Experimenteller Teil
170
Verb.
60
cis
syn
Verb.
64
trans
syn
(DMSOd6)
C1/5
40.46;
41.96
C2/4
57.13 (d;
2.2Hz);
62.45
C6/8
58.32;
66.27
C9
71.30
CH2O
63.57;
64.66
R1
NH
R2
46.20 (NCH3)
65
cis
40.67
58.98
48.73
77.36
65.99
NH
NH
Ar
111.83 (d; 21.2Hz); 113.41 (d; 20.5Hz);
114.71 (d; 21.2Hz); 115.85 (d; 21.2Hz)
[C2', C4'] 124.10 (d; 2.2Hz); 125.37 (d;
2.9Hz) [C6'] 128.18 (d; 8.1Hz); 129.67
(d; 8.1Hz) [C5'] 144.39 (d; 7.3Hz);
144.42 (d; 6.6Hz); 147.95 (d; 5.9Hz)
[C1'] 161.46 (d; 240.0Hz); 161.92 (d;
242.7Hz) [C3']
114.86 (d; 21.2Hz); 115.30 (d, 21.2Hz)
[C2', C4'] 124.09 (d; 2.2Hz) [C6'] 129.99
(d; 8.1Hz) [C5'] 142.48 (d; 6.6Hz) [C1']
162.96 (d; 245.9Hz) [C3']
Experimenteller Teil
171
Experimenteller Teil
6.8.
Synthese der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan1,5-di-carbonsäuredimethylester
6.8.1.
Reduktion der C9-Ketofunktion zu den 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylestern 66-69 modifiziert
nach111
R
2
1'
Ar:
N
6
8
7
OH
O
O
6'
N
2'
6'
1'
5'
3'
5'
2'
4'
4'
H3CO
9
5
3'
F
OCH3
1
3
Ar
4
N
R
Verb.
66
Rotamere
syn:anti
40:60
66a
Rotamere
anti
66b
Rotamere
syn
67
syn:anti
50:50
67a
anti
2
Ar
1
Ar
3-FPhenyl
R1
-CH3
R2
-CH3
Verb.
67b
syn
Ar
2-Pyridyl
R1
-CH3
R2
-CH3
3-FPhenyl
-CH3
-CH3
2-Pyridyl
-CH3
2-Picolyl
3-FPhenyl
-CH3
-CH3
2-Pyridyl
-CH3
-(CH2)N(CH3)2
2-Pyridyl
-CH3
-CH3
68
syn:anti
60:40
69
syn:anti
60:40
69a
anti
2-Pyridyl
-CH3
-(CH2)N(CH3)2
2-Pyridyl
-CH3
-CH3
2-Pyridyl
-CH3
-(CH2)N(CH3)2
69b
syn
Es werden 10mmol des entsprechenden 9-Oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5dicarbonsäuredimethylesters (HZ2, 3FLB, 32, 33) in 50ml Methanol gelöst. Man
gibt eine Spatelspitze Bromkresolgrün zur Reaktionslösung. Nach Zugabe von
0.3g (5mmol) Na(CN)BH3 wird bei Raumtemperatur gerührt. Der pH-Wert der
Lösung muss ständig durch tropfenweise Zugabe von 1M methanolischer HCl im
Bereich 3-4 konstant gehalten werden, was durch die gelbe Indikatorfarbe
angezeigt wird. Die Reaktion wird mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM:
EtOAc; RF=0.2-0.4 (67, 68, 69); FM: CHCl3; RF=0.5 (66a), 0.9 (66b)) kontrolliert.
172
Experimenteller Teil
Nachdem die Reaktion beendet ist (2-12h), wird das Lösungsmittel im Vakuum
abdestilliert. Der Rückstand wird mit gesättigter NaHCO3-Lösung aufgenommen,
mit 2.5M NaOH-Lösung auf pH 9 eingestellt und mit 4x25ml CHCl3 extrahiert. Die
vereinigten organischen Phasen werden über Na2SO4 getrocknet und das
Lösungsmittel im Vakuum abdestilliert. Der glasartige Rückstand wird säulenchromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc/EtOH 1:1; RF=0.8-0.9)
gereinigt. Nach Abdestillieren des Fließmittels im Vakuum erhält man den
entsprechenden
9-Hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredi-
methylester als syn/anti-Gemisch. Analytische und spektroskopische Daten siehe
6.8.5-0.
6.8.2.
Trennung der diastereomeren 9-Hydroxy-2,4-di-(3-fluorphenyl)-3,7diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di-carbonsäuredimethylester 66a und 66b
2g (4.2mmol) des nach 6.8.1 erhaltenen Diastereomerengemischs 66 wird in
wenig CHCl3 gelöst. Durch präparative Säulenchromatographie (Stat. Phase:
100g bas. ALOX; FM: CHCl3; RF=0.5 (66a), 0.9 (66b)) können die Diastereomeren getrennt werden. (s. Tab. 10)
Verb.
66a
cis
anti
66b
cis
syn
66a + 66b
RF
0.51
Menge (g)
0.12
Ausbeute
6%
0.88
0.16
8%
---
1.63
81%
Tab. 10 Eckdaten eines Einzellaufes der Trennung von 66a/b
Das restliche Material wird in Mischfraktionen eluiert und erneut durch präparative Säulenchromatographie getrennt. Der Vorgang wird solange wiederholt,
bis das gesamte Gemisch getrennt ist. Die das jeweils reine Diastereomer
enthaltene Fraktionen werden vereinigt und das Lösungsmittel im Vakuum
173
Experimenteller Teil
abdestilliert. Man erhält beide Diastereomere 66a/b jeweils als amorphen, farblosen Feststoff. Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.8.5-0.
6.8.3.
Trennung der diastereomeren 9-Hydroxy-2,4-di-(2-pyridyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 67a und 67b
Die analytische HPLC-Methode (Parameter siehe 6.1) wird auf ein Flashchromatographiesystem (Parameter siehe 6.1) extrapoliert. 0.1g (0.2mmol) des
Diastereomerengemischs 67 werden in 2.0ml MeOH und 1.6ml Pufferlösung
gelöst. Diese Lösung wird auf die Säule aufgetragen. Man eluiert bei 1.8bar N2Druck mit 8.5ml/min. Das Eluat wird mittels eines UV-Detektors mit
Durchflusszelle analysiert und online integriert. Das Sammeln des Eluats,
welches das jeweilige Diastereomer enthält, erfolgt gemäß des aufgezeichneten
Chromatogramms. Das Eluat von 67a (Peak A) wird innerhalb einer gemessenen
Absorption von 0.2-0.27 und das von 67b (Peak B) innerhalb von 0.3-0.15
gesammelt. Die dazwischen liegende Mischfraktion wird verworfen. (s. Abb. 73)
Das Elutionsmittel wird im Vakuum weitestgehend abdestilliert und der
Rückstand in 100ml CHCl3 (über NaHCO3 gelagert) aufgenommen. Die Lösung
wird in einen Scheidetrichter überführt. Nach heftigem Schütteln wird die
minimale wässrige Phase abgetrennt und verworfen. Die organische Phase wird
mit 3x25ml ges. NaHCO3-Lösung und 1x25ml ges. NaCl-Lösung gewaschen. Die
organische Phase wird über Na2SO4 getrocknet und im Vakuum abdestilliert.
Man erhält die beiden Diastereomeren 67a und 67b jeweils als amorphen, farblosen Feststoff. Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.8.5-0.
174
Experimenteller Teil
Lauf
1
2
3
4
5
6
7
tR (67a)
[min]
63.7-91.1
63.1-92.8
60.9-92.8
62.0-95.5
62.7-96.5
67.5-104.6
68.0-104.2
tR (67b)
[min]
121.3-170.0
112.4-170.6
115.2-178.3
118.1-179.2
121.1-180.4
132.1-202.6
134.3-206.9
Lauf
8
9
10
11
12
13
14
tR (67a)
[min]
63.5-97.2
62.4-97.6
74.0-114.6
66.5-100.5
64.1-105.1
63.9-102.9
68.8-111.3
tR (67b)
[min]
117.0-187.3
120.2-197.2
142.5-219.8
122.3-194.0
121.6-203.9
117.4-202.1
138.3-236.2
Tab. 11 Retentionszeiten der Einzelläufe
Abs
300
200
Zeit
Peak A
Misch- Peak B
fraktion
Abb. 73 Skizziertes Chromatogramm der Trennung von 67a/b
6.8.4.
Trennung der diastereomeren 9-Hydroxy-2,4-di-(2-pyrdiyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 69a und 69b
Das nach 5.7.1. angefallene Diastereomerengemisch 69 wird in wenig Et2O
gelöst. Durch vorsichtige Zugabe von wenig n-Pentan kann das anti-Isomer 69a
ausgefällt werden. Der farblose Feststoff wird abfiltriert und mit n-Pentan
gewaschen. Aus der erhaltenen Mutterlauge kann durch Zugabe von mehr nPentan das syn-Isomer 69b ausgefällt werden. Der farblose Feststoff wird
abfiltriert und mit n-Pentan gewaschen. Analytische und spektroskopische Daten
siehe 6.8.5-0.
175
Experimenteller Teil
6.8.5.
Analytische Daten der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 66-69
Verb.
Summenformel
66
66a
66b
67
67a
67b
68
69
69a
69b
C25H28F2N2O5
C25H28F2N2O5
C25H28F2N2O5
C23H28N4O5
C23H28N4O5
C23H28N4O5
C28H31N5O5
C26H35N5O5
C26H35N5O5
C26H35N5O5
Molmasse
(g/mol)
474.5
474.5
474.5
440.5
440.5
440.5
517.6
497.6
497.6
497.6
Ausbeute (% d. Th.)
Smt (°C)
99
26
59
70
43
30
84
64
32
20
185
215
136
215
241 (Zers.)
199 (Zers.)
160
169 (Zers.)
195 (Zers.)
144
IR-Daten der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-di-carbonsäuredimethylester 66-69
Verb.
66
66a
66b
67
67a
67b
68
69
69a
69b
176
Wellenzahl (cm-1)
3510 (breit), 2960, 2850, 2800, 1750, 1710, 1610, 1590, 1480, 1450,
1280, 1240, 1100, 1070, 1020, 780, 700
3520 (breit), 2960, 2850, 2800, 2760, 1750, 1710, 1610, 1590, 1480,
1450, 1280, 1240, 1110, 1020, 780, 750, 700
3500 (breit), 2960, 2850, 2800, 1740, 1710, 1610, 1590, 1480, 1440,
1260, 1100, 1080, 1010, 780, 700
3460 (breit), 2790, 2760, 1730, 1690, 1590, 1570, 1470, 1430, 1280,
1230, 1080, 1020, 780, 750
3230 (breit), 2950, 2770, 1740, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1240,
1020, 790, 760
3420 (breit), 2950, 2850, 2780, 1740, 1700, 1590, 1470, 1430, 1300,
1270, 1220, 1080, 1010, 780, 750
3400 (breit), 2950, 2830, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1280, 1240,
1060, 760
3670 (breit), 3020, 2950, 1740, 1720, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270,
1240, 1170, 1110, 1010, 780, 750
3350 (breit), 2950, 2830, 2770, 1720, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270,
1090, 1010, 790, 760
3370 (breit), 2950, 2820, 2780, 1740, 1720, 1590, 1570, 1470, 1430,
1230, 1110, 1020, 780, 750
Methode
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
1
H-NMR-Daten der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 66-69
H2/4
3.82 (s;
1H)
3.88 (s;
1H)
H6/8
2.36 (d; 12.4Hz;
2H)
2.67-2.73 (m; 2H)
H9/OH
4.65 (d; 5.3Hz;
1H; H9)
2.45 (br; 1H;
OH)
COOCH3
3.59-3.63
(m; 6H)
R1
1.80 (s; 3H;
NCH3)
R2
2.26-2.30 (m; 3H;
NCH3)
66b
Rotamere
syn
4.38 (s;
1H)
4.43 (s;
1H)
2.16 (d; 12.4Hz;
2H)
2.88-2.96 (m; 2H)
4.16 (s; 1H;
H9)
4.65 (d; 9.1Hz;
1H; OH)
3.58-3.61
(m; 6H)
1.84 (s; 3H;
NCH3)
2.22-2.27 (m; 3H;
NCH3)
67
syn:anti
50:50
4.10 (br;
2H; anti)
4.63 (s;
2H; syn)
1.88 (s; 3H;
NCH3 anti)
2.09 (s; 3H;
NCH3 syn)
1.96 (s; 3H;
NCH3 syn)
2.19 (s; 3H;
NCH3 anti)
4.12 (s;
2H)
3.68 (s;
6H)
1.90 (s; 3H;
NCH3)
2.21 (s; 3H;
NCH3)
67b
syn
(C6D6)
5.13 (s;
2H)
2.81 (br; 1H;
OH anti)
4.10 (br; 1H;
H9 syn)
4.78 (d; 4.3Hz;
1H; H9 anti)
5.01 (s; 1H; OH
syn)
2.58 (br; 1H;
OH)
4.81 (s; 1H;
H9)
4.17 (s; 1H;
H9)
5.26 (s; 1H;
OH)
3.63 (s;
6H)
3.64 (s;
6H)
67a
anti
2.01 (d; 12.5Hz;
2H; syn)
2.35 (d; 12.1Hz;
2H; anti)
2.49 (d; 12.1Hz;
2H; anti)
2.64 (d; 12.5Hz;
2H; syn)
2.36 (d; 11.9Hz;
2H)
2.52 (d; 11.9Hz;
2H)
2.03-2.05 (m; 2H)
2.75 (d; 12.6Hz;
2H)
3.44 (s;
6H)
2.03 (s; 3H;
NCH3)
1.89 (s; 3H;
NCH3)
177
Ar
6.69 (d; 9.3Hz; 1H; H2')
6.75 (d; 7.6Hz; 1H; H6')
6.91-6.99 (m; 2H; H4')
7.16-7.22 (m; 1H; H5')
7.35-7.42 (m; 1H; H5')
7.68-7.70 (m; 1H; H2')
7.75 (d; 7.6Hz; 1H; H6')
6.93-7.01 (m; 4H; H2', H4',
H6')
7.16-7.22 (m; 1H; H5')
7.32-7.40 (m; 1H; H5')
7.80-7.89 (m; 2H; H2', H6')
7.12-7.17 (m; 4H; H5' syn,
anti)
7.68 -7.73 (m; 4H; H4' syn,
anti)
7.90 (d; 7.8Hz; 2H; H3' anti)
8.02 (d; 8.1Hz; 2H; H3' syn)
8.44-8.47 (m; 4H; H6' syn,
anti)
7.18 (br; 2H; H5')
7.73 (t; 7.0Hz; 2H; H4')
7.92 (d; 7.0Hz; 2H; H3')
8.47 (br; 2H; H6')
6.68 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz,
ca.1Hz; 2H; H5')
7.25 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; 2H;
H4')
8.10 (d; 7.7Hz; 2H; H3')
8.42 (d; ca.4Hz; 2H; H6')
Experimenteller Teil
Verb.
66a
Rotamere
anti
H2/4
4.07 (s;
2H; anti)
4.62 (s;
2H; syn)
69a
anti
4.11 (s;
2H)
69b
syn
4.68 (s;
2H)
H6/8
2.25 (d; 12.7Hz;
2H; syn)
2.57 (d; 12.1Hz;
2H; anti)
2.66 (d; 12.1Hz;
2H; anti)
2.85 (d; 12.7Hz;
2H; syn)
H9/OH
4.16 (s; 1H; H9
syn)
4.82 (d; 5.8Hz;
1H; H9 anti)
5.07 (s; 1H; OH
syn)
COOCH3
3.63-3.64
(m; 12H;
syn, anti)
R1
1.86 (s; 3H;
NCH3 anti)
1.93 (s; 3H;
NCH3 syn)
4.81 (s; 1H;
H9)
3.67 (s;
6H)
1.90 (s; 3H;
NCH3)
2.25-2.63 (m; 14H; H6, H8, N7(CH2)2N(CH3)2)
4.14 (s; 1H;
3.67 (s;
H9)
6H)
5.07 (s; 1H;
OH)
2.21-2.77 (m; 14H; H6, H8, N7(CH2)2N(CH3)2)
1.99 (s; 3H;
NCH3)
R2
3.46 (s; 2H;
NCH2 syn)
3.56 (s; 2H;
NCH2 anti)
7.25-7.28 (m; 2H;
H5'' syn, anti)
7.37-7.41 (m; 2H;
H3'' syn, anti)
7.69-7.75 (m; 2H;
H4'' syn, anti)
8.60 (d; ca.4Hz;
1H; H6'' syn)
8.66 (d; ca.4Hz;
1H; H6'' anti)
Ar
7.06-7.11 (m; 4H; H5' syn,
anti)
7.44-7.50 (m; 4H; H4' syn,
anti)
7.81 (d; 7.8Hz; 2H; H3' anti)
7.90 (d; 7.8Hz; 2H; H3' syn)
8.40-8.43 (m; 4H; H6' syn,
anti)
7.18 (dd; ca.7Hz, ca.5Hz;
2H; H5')
7.71 (td; 7.6Hz, 1.8Hz; 2H;
H4')
7.99 (br; 2H; H3')
8.47 (d; 4.8Hz; 2H; H6')
7.15-7.18 (m; 2H; H5')
7.71 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; 2H;
H4')
8.10 (br; 2H; H3')
8.49 (d; 4.8Hz; 2H; H6')
Experimenteller Teil
178
Verb.
68
syn:anti
60:40
13
C-NMR-Daten der 2,4-Diaryl-9-hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 66-69
Bei den angegebenen Kopplungskonstanten handelt es sich um Jn(C,F)-Kopplungen.
C1/5
53.98
C2/4
73.01 (d;
1.5Hz);
73.44 (d;
1.5Hz)
C6/8
50.39
C9
72.96
COOCH3
52.10; 52.20
(OCH3)
172.99; 173.00
(C=O)
R1
43.75 (NCH3)
R2
45.77 (NCH3)
66b
Rotamere
syn
51.25
65.75 (d;
1.5Hz);
66.07 (d;
1.5Hz)
56.89;
56.97
73.75
52.28; 52.36
(OCH3)
173.59; 173.63;
173.70 (C=O)
43.48; 43.50
(NCH3)
45.34 (NCH3)
67
syn:anti
50:50
50.62;
52.97
(syn,
anti)
68.13
(syn)
74.92
(anti)
50.74
(anti)
57.23
(syn)
72.28
(anti)
72.98
(syn)
43.74 (NCH3
syn, anti)
45.47 (NCH3
syn)
45.82 (NCH3
anti)
67a
anti
53.03
74.99
50.81
72.44
52.15; 52.31
(OCH3 syn,
anti)
172.62; 173.76
(C=O syn, anti)
52.25 (OCH3)
172.70 (C=O)
43.80 (NCH3)
45.88 (NCH3)
Ar
114.44 (d; 20.5Hz); 114.47 (d; 20.5Hz);
115.15 (d; 22.7Hz); 115.20 (d; 22.0Hz);
115.38 (d; 21.2Hz); 115.47 (d; 22.7Hz)
[C2', C4'] 123.88 (d; 2.2Hz); 124.36 (d;
2.2Hz); 124.38 (d; 2.9Hz) [C6'] 129.35
(d; 8.1Hz); 130.11 (d; 8.1Hz) [C5']
142.69 (d; 6.6Hz); 143.02 (d; 7.3Hz);
143.11 (d; 8.1Hz) [C1'] 163.53 (d;
245.2Hz); 163.52 (d; 245.2Hz) [C3']
114.09 (d; 21.2Hz); 114.69 (d; 22.0Hz);
114.77 (d; 22.0Hz); 116.04 (d; 22.7Hz);
116.07 (d; 22.7Hz); 116.90 (d; 21.2Hz)
[C2', C4'] 125.01 (d; 2.9Hz); 125.48 (d;
2.2Hz) [C6'] 128.98 (d; 8.1Hz); 129.75
(d; 8.1Hz) [C5'] 144.12 (d; 7.3Hz);
144.36 (d; 7.3Hz); 144.53 (d; 8.1Hz)
[C1'] 162.40 (d; 244.4Hz); 163.46 (d;
243.7Hz) [C3']
122.27; 122.67 (C5' syn, anti)
123.15 (C3' anti); 123.60 (C3' syn)
136.09; 136.26 (C4' syn, anti)
148.44; 148.59 (C6' syn, anti)
160.32; 162.05 (C2' syn, anti)
122.76 (C5')
123.22 (C3')
136.33 (C4')
148.68 (C6')
160.35 (C2')
179
Experimenteller Teil
Verb.
66a
Rotamere
anti
C1/5
51.09
C2/4
68.43
C6/8
57.77
C9
73.60
COOCH3
51.81 (OCH3)
173.91 (C=O)
R1
43.95 (NCH3)
R2
45.37 (NCH3)
68
syn:anti
60:40
50.77
(syn)
53.04
(anti)
68.13
(syn)
75.06
(anti)
48.96
(anti)
55.44
(syn)
72.78
(anti)
73.32
(syn)
52.22 (OCH3 anti)
52.40 (OCH3 syn)
172.60 (C=O anti)
173.79 (C=O syn)
43.82 (NCH3
syn, anti)
69a
anti
52.99
74.92
49.29
72.81
52.25 (OCH3)
172.62 (C=O)
43.79 (NCH3)
69b
syn
50.73
68.03
55.75
73.33
52.45 (OCH3)
173.81 (C=O)
43.82 (NCH3)
65.02 (NCH2 syn)
65.31 (NCH2 anti)
124.80 (C3'' anti)
124.93 (C3'' syn)
149.48 (C6'' syn)
149.59 (C6'' anti)
122.19; 122.26; 122.40; 122.63 (C5', C5'' syn, anti)
135.95; 136.17; 136.22; 136.30 (C4', C4'' syn, anti)
157.36; 157.96; 159.92; 161.62 (C2', C2'' syn, anti)
122.81 (C5')
45.93 (NCH3)
123.52 (C3')
55.75; 56.65
136.27 (C4')
(NCH2)
148.71 (C6')
160.10 (C2')
122.40 (C5')
45.94 (NCH3)
123.95 (C3')
56.53; 56.81
136.12 (C4')
(NCH2)
148.57 (C6')
161.83 (C2')
Ar
121.97 (C5')
123.67 (C3')
135.55 (C4')
148.71 (C6')
163.19 (C2')
123.34 (C3' anti)
123.76 (C3' syn)
148.41 (C6' syn)
148.54 (C6' anti)
Experimenteller Teil
180
Verb.
67b
syn
(C6D6)
Experimenteller Teil
6.9.
Synthese der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5dicarbonsäuredimethylester
6.9.1.
Acylierung der C9-Hydroxygruppe zu den 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylestern 70-76
R
2
1'
Ar:
N
6
8
7
OR
O
6'
N
O
2'
6'
1'
5'
3'
5'
2'
4'
4'
H3CO
9
5
3'
F
OCH3
1
3
Ar
4
N
R
Verb.
70a
Rotamere
anti
71
syn:anti
45:55
71a
anti
72
syn:anti
60:40
73
syn:anti
60:40
74
anti
75
syn:anti
55:45
76
anti
2
Ar
1
Ar
3-F-Phenyl
R
-COCH3
R1
-CH3
R2
-CH3
2-Pyridyl
-COCH3
-CH3
-CH3
2-Pyridyl
-COCH3
-CH3
-CH3
2-Pyridyl
-COCH3
-CH3
-(CH2)2N(CH3)2
2-Pyridyl
-COCH3
-CH3
2-Picolyl
2-Pyridyl
-CO(CH2)2CH3
-CH3
-CH3
2-Pyridyl
-CO(CH2)2CH3
-CH3
2-Picolyl
2-Pyridyl
-CO(CH2)8CH3
-CH3
-CH3
181
Experimenteller Teil
Zur Acylierung der Verbindungen 70a und 71a werden die entsprechenden diastereomerenreinen
9-Hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäure-
dimethylester 66a und 67a eingesetzt. Die restlichen Verbindungen wurden unter
Einsatz der Diastereomerengemische 67, 68 und 69 hergestellt.
Methode 1:
Es werden 2.0mmol des entsprechenden 9-Hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylesters 66-69 in 50ml absolutem CHCl3 vorgelegt. Man gibt 0.45ml (3.0mmol) 1,8-Diazabicyclo[5.4.0]undec-7-en (DBU) als
Hilfsbase zur Reaktionslösung. 2.0mmol des entsprechenden Carbonsäurechlorids werden in 5ml absolutem CHCl3 gelöst und langsam zur Reaktionslösung getropft. Die Lösung wird bei Raumtemperatur gerührt. Die Reaktion wird
mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc; RF=0.6-0.8) kontrolliert. Nach
17-51h ist die Reaktion beendet. Das Lösungsmittel wird im Vakuum abdestilliert.
Es wird nach folgenden Methoden aufgearbeitet:
a) Der
Rückstand
wird
in
wenig
CHCl3
aufgenommen
und
säulen-
chromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: CHCl3) gereinigt. Das
Elutionsmittel wird im Vakuum abdestilliert und man erhält das Produkt als
amorphen Feststoff.
b) Der
Rückstand
wird
in
wenig
EtOAc
aufgenommen
und
säulen-
chromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc) gereinigt. Das
Elutionsmittel wird im Vakuum abdestilliert und man erhält das Produkt als
amorphen Feststoff.
c) Der
Rückstand
wird
in
wenig
EtOAc
aufgenommen
und
säulen-
chromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc) gereinigt. Man
erhält zwei Hauptfraktionen. Die erste Hauptfraktion enthält zu 30% Produkt
und 70% Edukt, wobei die zweite Hauptfraktion nur Edukt enthält. Das
Lösungsmittel der ersten Hauptfraktion wird im Vakuum abdestilliert und der
Rückstand erneut säulenchromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM:
EtOAc) gereinigt. Durch enges Fraktionieren des Eluats kann die Produkt-
182
Experimenteller Teil
fraktion gut abgetrennt werden. Nach Abdestillieren des Elutionsmittels erhält
man das Produkt als amorphen Feststoff.
d) Der
Rückstand
wird
in
wenig
EtOAc
aufgenommen
und
säulen-
chromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc) gereinigt. Man
erhält zwei Hauptfraktionen. Die erste Hauptfraktion enthält zu 80% Produkt
und 20% Edukt, wobei die zweite Hauptfraktion nur Edukt enthält. Das
Lösungsmittel der ersten Fraktion wird im Vakuum abdestilliert und der
Rückstand erneut säulenchromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM:
EtOAc) gereinigt. Durch enges Fraktionieren des Eluats kann die Produktfraktion gut abgetrennt werden. Nach Abdestillieren des Elutionsmittels wird
der Rückstand in n-Pentan aufgenommen. Über Nacht fällt bei +4°C
ausnahmslos das syn-Isomer des Produktes aus.
Methode 2: modifiziert nach126,127
1g Zinkstaub (60mesh, 15mmol) werden in 20ml wässr. 3M HCl 5min bei Raumtemperatur gerührt. Man filtriert das Zink ab, wäscht nacheinander mit H2O bis
zur pH-Neutralität, mit 20ml EtOH, 20ml Aceton und 20ml Et2O. Der so erhaltene
Zinkstaub wird im Vakuum bei 10mbar und 90°C getrocknet.
Zu einer Lösung aus 0.23ml (1.1mmol) Decanoylchlorid in 20ml absolutem Toluol
werden
70mg
(1.1mmol)
aktivierter
Zinkstaub
gegeben.
Die
erhaltene
Suspension wird 10min bei Raumtemperatur gerührt. 0.5g (1.1mmol) des
Diastereomerengemischs 67 werden in 20ml absolutem Toluol/THF gelöst und
langsam
zum
Reaktionsansatz
getropft.
Die
Reaktionslösung
wird
bei
Raumtemperatur gerührt. Die Reaktion wird mittels DC (Stat. Phase: bas. ALOX;
FM: EtOAc; RF=0.6) kontrolliert. Die Reaktion ist nach 92h Rührzeit beendet.
Das entstandene Zinkchlorid wird abfiltriert und mit Et2O und Aceton gewaschen.
Die organischen Phasen werden vereinigt und im Vakuum abdestilliert. Der
Rückstand wird säulenchromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX; FM: EtOAc)
gereinigt. Nach Abdestillieren des Fließmittels im Vakuum wird ein gelbes, zähes
Öl erhalten, welches erneut säulenchromatographisch (Stat. Phase: bas. ALOX;
FM: EtOAc) gereinigt wird. Das Fließmittel wird im Vakuum abdestilliert und es
183
Experimenteller Teil
wird ein farbloser, glasartiger Rückstand erhalten. Umkristallisation aus
MeOH/Wasser liefert das Produkt 76 als farblose Stäbchen und ausnahmslos als
syn-Isomer.
Analytische und spektroskopische Daten siehe 6.9.2-0.
6.9.2.
Analytische
Daten
der
9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]-
nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 70-76
Verb.
Summenformel
70a
71
71a
72
73
74
75
76
C27H30F2N2O6
C25H30N4O6
C25H30N4O6
C28H37N5O6
C30H33N5O6
C27H34N4O6
C32H37N5O6
C33H46N4O6
IR-Daten
der
Molmasse
(g/mol)
516.6
482.5
482.5
539.6
559.6
510.6
587.7
594.8
Ausbeute (% d. Th.)
[Methode]
88 [1a]
92 [1b]
71 [1b]
54 [1b]
90 [1b]
13 [1d]
11 [1c]
15 [2]
Smt (°C)
183
110
201
95
97
186 (Zers.)
84
114
9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbon-
säuredimethylester 70-76
Verb.
70a
71
71a
72
73
74
75
76
184
Wellenzahl (cm-1)
2960, 2850, 2810, 1750, 1730, 1610, 1590, 1480, 1440, 1370, 1270,
1220, 1030, 920, 780, 700
2850, 2800, 2770, 1760, 1740, 1590, 1570, 1470, 1430, 1370, 1270,
1240, 1210, 1180, 1030, 780, 750
2850, 2800, 2760, 1760, 1740, 1590, 1570, 1470, 1430, 1290, 1210,
1170, 1030, 1000, 780, 750
3040, 2950, 2820, 2760, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1240,
1220, 1030, 780, 760
3050, 2950, 2790, 1740, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1230, 1050,
970, 790, 750
3030, 2950, 2850, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1160, 1100,
1000, 780, 750
3050, 2950, 2830, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1240, 1160,
1000, 750
2920, 2850, 2800, 1750, 1730, 1590, 1570, 1470, 1430, 1270, 1250,
1150, 1030, 990, 790, 760
Methode
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
ATR
1
H-NMR-Daten der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ol-1,5-dicarbonsäuredimethylester 70-76
H2/4
4.07
(s; 1H)
4.12
(s; 1H)
H6/8
2.73 (d; 12.4Hz;
2H)
2.70-2.76 (m; 2H)
H9/OR
1.97 (s; 3H;
CH3)
5.92-5.93 (m;
1H; H9)
COOCH3
3.60-3.63
(m; 6H)
R1
1.80-1.81 (m;
3H; NCH3)
R2
2.28-2.32 (m;
3H; NCH3)
71
syn:anti
45:55
4.37 (s;
2H; anti)
4.61 (s;
2H; syn)
1.93 (s; 3H;
NCH3 anti)
2.00 (s; 3H;
NCH3 syn)
2.14 (s; 3H;
NCH3 syn)
2.19 (s; 3H;
NCH3 anti)
4.68 (s;
2H)
1.95 (s; 3H;
CH3 anti)
2.24 (s; 3H;
CH3 syn)
5.45 (s; 1H; H9
syn)
6.11 (s; 1H; H9
anti)
1.67 (s; 3H;
CH3)
6.61 (s; 1H;
H9)
3.59 (s; 6H;
syn)
3.68 (s; 6H;
anti)
71a
anti
(C6D6)
2.10-2.16 (m; 2H;
syn)
2.29 (d; 12.5Hz;
2H; anti)
2.45 (d; 12.5Hz;
2H; anti)
2.70 (d; 12.9Hz;
2H; syn)
2.64 (d; 12.3Hz;
2H)
2.70 (d; 12.3Hz;
2H)
3.65 (s;
6H)
1.82 (s; 3H;
NCH3)
2.03 (s; 3H;
NCH3)
72
syn:anti
60:40
4.38 (s;
2H; anti)
4.63 (s;
2H; syn)
2.20 (d; 12.5Hz;
2H; syn)
2.35-2.42 (m; 2H;
anti)
2.54 (d; 12.4Hz;
2H; anti)
2.80 (d; 12.5Hz;
2H; syn)
1.96 (s; 3H;
CH3 anti)
2.25-2.28 (m;
3H; CH3 syn)
5.46 (s; 1H; H9
syn)
6.13 (s; 1H; H9
anti)
3.61 (s; 6H
syn)
3.69 (s; 6H;
anti)
1.94 (s; 3H;
NCH3 anti)
2.01 (s; 3H;
NCH3 syn)
2.25-2.28 (m;
12H; NCH3
syn, anti)
2.35-2.42 (m;
8H; NCH2
syn, anti)
Ar
6.71 (d; 9.3Hz; 1H; H2')
6.78 (d; 7.9Hz; 1H; H6')
6.96-7.00 (m; 2H; H4')
7.19 (td; 7.9Hz, 6.1Hz; 1H; H5')
7.39 (td; 7.9Hz, 6.3Hz; 1H; H5')
7.69-7.73 (m; 1H; H2')
7.77 (d; 7.9Hz; 1H; H6')
7.12-7.22 (m; 4H; H5' syn, anti)
7.73 (t; ca.8Hz; 4H; H4' syn,
anti)
7.96 (d; 7.8Hz; 2H; H3' anti)
8.05 (d; 8.1Hz; 2H; H3' syn)
8.42-8.52 (m; 4H; H6' syn, anti)
6.66 (ddd; ca.7Hz, ca.5Hz,
1.0Hz; 2H; H5')
7.23 (td; 7.7Hz, 1.7Hz; 2H; H4')
7.99 (d; 7.7Hz; 2H; H3')
8.39 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz; 2H;
H6')
7.15-7.22 (m; 4H; H5' syn, anti)
7.70-7.74 (m; 4H; H4' syn, anti)
8.06 (d; 7.8Hz; 2H; H3' anti)
8.14 (d; 7.8Hz; 2H; H3' syn)
8.46-8.50 (m; 4H; H6' syn, anti)
185
Experimenteller Teil
Verb.
70a
Rotamere
anti
H2/4
4.31
(s; 2H;
anti)
4.57
(s; 2H;
syn)
H6/8
2.34 (d; 12.8Hz;
2H; syn)
2.49 (d; 12.5Hz;
2H; anti)
2.61 (d; 12.5Hz;
2H; anti)
2.89 (d; 12.8Hz;
2H; syn)
H9/OR
1.96 (s; 3H; CH3 anti)
2.23 (s; 3H; CH3 syn)
5.48 (s; 1H; H9 syn)
6.13 (s; 1H; H9 anti)
COOCH3
3.57 (s;
6H syn)
3.66 (s;
6H; anti)
R1
1.87 (s; 3H;
NCH3 anti)
1.93 (s; 3H;
NCH3 syn)
74
anti
4.38
(s; 2H)
2.32 (d; 12.4Hz;
2H)
2.48 (d; 12.4Hz;
2H)
3.68 (s;
6H)
1.94 (s; 3H;
NCH3)
75
syn:anti
55:45
4.33
(s; 2H;
anti)
4.59
(s; 2H;
syn)
2.36 (d; 12.8Hz;
2H; syn)
2.49-2.53 (m;
2H; anti)
2.62 (d; 12.4Hz;
2H; anti)
2.88 (d; 12.8Hz;
2H; syn)
0.90 (t; 7.5Hz; 3H;
H1'')
1.57 (sextett; 7.5Hz;
2H; H2'')
2.14-2.20 (m; 2H;
H3'')
6.14 (s; 1H; H9)
0.88 (t; 7.5Hz; 3H;
H1'' anti)
1.02 (t; 7.5Hz; 3H;
H1'' syn)
1.55 (sextett; 7.5Hz;
2H; H2'' anti)
1.80 (sextett; 7.5Hz;
2H; H2'' syn)
2.20 (t; 7.5Hz; 2H;
H3'' anti)
2.49-2.53 (m; 2H; H3''
syn)
5.50 (s; 1H; H9 syn)
6.15 (s; 1H; H9 anti)
3.58 (s;
6H; syn)
3.66 (s;
6H; anti)
1.89 (s; 3H;
NCH3 anti)
1.96 (s; 3H;
NCH3 syn)
R2
3.47 (s; 2H; NCH2 syn)
3.52 (s; 2H; NCH2 anti)
7.25-7.28 (m; 2H; H5''
syn, anti)
7.31 (d; 7.7Hz; 1H; H3''
syn)
7.37 (d; 7.7Hz; 1H; H3''
anti)
7.70 (td; 7.7Hz, 1.7Hz;
2H; H4'' syn, anti)
8.63 (d; 4.8Hz; 1H; H6''
syn)
8.66 (d; 4.8Hz; 1H; H6''
anti)
2.14-2.20 (m; 3H,
NCH3)
3.48 (s; 2H; NCH2 syn)
3.53 (s; 2H; NCH2 anti)
7.25-7.28 (m; 2H; H5'''
syn, anti)
7.31 (d; 7.8Hz; 1H; H3'''
syn)
7.39 (d; 7.6Hz; 1H; H3'''
anti)
7.68-7.73 (m; 2H; H4'''
syn, anti)
8.64 (d; 4.3Hz; 1H; H6'''
syn)
8.67 (d; 4.0Hz; 1H; H6'''
anti)
Ar
7.07 (dd; ca,7Hz, ca.5Hz;
4H; H5' syn, anti)
7.43-7.47 (m; 4H; H4'
syn, anti)
7.84 (d; 7.8Hz; 2H; H3'
anti)
7.92 (d; 7.8Hz; 2H; H3'
syn)
8.38-8.40 (m; 4H; H6'
syn, anti)
7.16-7.18 (m; 2H; H5')
7.75 (t; 7.7Hz; 2H; H4')
7.99 (d; 7.7Hz; 2H; H3')
8.48 (d; 4.5Hz; 2H; H6')
7.06-7.09 (m; 4H; H5'
syn, anti)
7.43-7.48 (m; 4H; H4'
syn, anti)
7.85 (d; 7.8Hz; 2H; H3'
anti)
7.94 (d; 7.8Hz; 2H; H3'
syn)
8.39-8.42 (m; 4H; H6'
syn, anti)
Experimenteller Teil
186
Verb.
73
syn:anti
60:40
Verb.
76
anti
13
H2/4
4.38
(s; 2H)
H6/8
2.29 (d; 12.3Hz;
2H)
2.46 (d; 12.3Hz;
2H)
H9/OR
0.86 (t; 6.9Hz; 3H;
H1'')
1.23 (m; 12H; H2''H7'')
1.50 (quintett; 6.7Hz;
2H; H8'')
2.18-2.22 (m; 2H;
H9'')
6.13 (s; 1H; H9)
COOCH3
3.68 (s;
6H)
R1
1.94 (s; 3H;
NCH3)
R2
2.18-2.22 (m; 3H;
NCH3)
Ar
7.17 (ddd; ca.7Hz,
ca.5Hz, 1.1Hz; 2H; H5')
7.73 (td; 7.8Hz, 1.7Hz;
2H; H4')
7.97 (d; 7.8Hz; 2H; H3')
8.46 (dd; 4.8Hz, ca.1Hz;
2H; H6')
C-NMR-Daten der 9-O-Acyl-2,4-diaryl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ol-1,5-dicarbonsäuredimethylester 70-76
Bei den angegebenen Kopplungskonstanten handelt es sich um Jn(C,F)-Kopplungen.
Verb.
70a
Rotamere
anti
C1/5
52.36;
52.41
C2/4
72.12 (d;
1.5Hz);
72.18 (d;
1.5Hz);
72.56
C6/8
51.23;
51.26
C9/OR
20.80 (CH3)
73.26; 73.28 (C9)
168.45 (C=O)
COOCH3
52.10; 52.17
(OCH3)
171.25
(C=O)
R1
43.74
(NCH3)
R2
45.77 (NCH3)
187
Experimenteller Teil
Ar
114.61 (d; 20.5Hz); 114.64 (d;
20.5Hz); 115.31 (d; 22.0Hz);
115.38 (d; 22.0Hz); 115.51;
115.63 (d; 20.5Hz); 115.67 (d;
22.0Hz) [C2', C4'] 124.07 (d;
2.2Hz); 124.58 (d; 2.9Hz) [C6']
129.55 (d; 8.1Hz); 130.04 (d;
8.1Hz); 130.15 (d; 8.1Hz) [C5']
142.32 (d; 6.6Hz); 142.41 (d;
5.9Hz); 142.65 (d; 7.3Hz); 142.76
(d; 7.3Hz) [C1'] 162.54 (d;
245.2Hz); 163.50 (d; 245.2Hz)
[C3']
C1/5
49.81;
51.65
(syn,
anti)
C2/4
68.82
(syn)
74.07
(anti)
C6/8
51.63
(anti)
57.71
(syn)
C9/OR
20.87 (CH3 anti)
21.20 (CH3 syn)
71.10 (C9 syn)
72.79 (C9 anti)
168.09; 170.33
(C=O syn, anti)
71a
anti
52.09
74.21
52.49
20.31 (CH3)
73.15 (C9)
167.51 (C=O)
72
syn:anti
60:40
49.85
(syn)
51.61
(anti)
68.73
(syn)
74.03
(anti)
50.18
(anti)
56.25
(syn)
73
syn: anti
60:40
49.86
(syn)
51.65
(anti)
68.77
(syn)
74.13
(anti)
49.92
(anti)
55.85
(syn)
20.89 (CH3 anti)
21.21 (CH3 syn)
71.36 (C9 syn)
73.30 (C9 anti)
168.08 (C=O
anti)
170.31 (C=O
syn)
20.86 (CH3 anti)
21.19 (CH3 syn)
71.32 (C9 syn)
73.26 (C9 anti)
COOCH3
52.18
(OCH3 anti)
52.38
(OCH3 syn)
170.98;
171.25
(C=O syn,
anti)
51.75
(OCH3)
171.11
(C=O)
R1
43.87; 43.89
(NCH3 syn,
anti)
R2
45.44 (NCH3 syn)
45.92 (NCH3 anti)
Ar
122.53; 122.77 (C5' syn, anti)
123.21; 123.49 (C3' syn, anti)
136.30 (C4' syn, anti)
148.65; 148.85 (C6' syn, anti)
160.27; 161.49 (C2' syn, anti)
43.79 (NCH3)
45.91 (NCH3)
52.20
(OCH3 anti)
52.42
(OCH3 syn)
171.04
(C=O syn)
171.26
(C=O anti)
52.16
(OCH3 anti)
52.36
(OCH3 syn)
43.93 (NCH3
syn, anti)
45.93 (NCH3 syn,
anti)
56.80; 56.91 (NCH2
syn, anti)
122.44 (C5')
123.06 (C3')
135.77 (C4')
149.06 (C6')
161.21 (C2')
122.56; 122.84 (C5' syn, anti)
123.55; 123.84 (C3' syn, anti)
136.26 (C4' syn, anti)
148.68 (C6' syn)
148.87 (C6' anti)
160.02 (C2' anti)
161.22 (C2' syn)
43.82 (NCH3
syn, anti)
64.90 (NCH2 syn)
65.54 (NCH2 anti)
122.59 (C5'' anti)
122.64 (C5'' syn)
124.93 (C3'' syn,
anti)
136.29 (C4'' syn,
anti)
149.64 (C6'' syn,
anti)
157.06 (C2'' syn)
157.72 (C2'' anti)
168.03; 170.29; 170.86; 171.13;
172.56 (C=O syn, anti)
122.37 (C5' syn)
122.44 (C5' anti)
123.41 (C3' anti)
123.63 (C3' syn)
136.12 (C4' syn, anti)
148.49 (C6' syn)
148.67 (C6' anti)
159.70 (C2' anti)
160.96 (C2' syn)
Experimenteller Teil
188
Verb.
71
syn:anti
45:55
Verb.
74
anti
C1/5
51.69
C2/4
74.09
C6/8
51.75
75
syn:anti
55:45
49.98
(syn)
51.71
(anti)
68.79
(syn)
74.16
(anti)
50.04
(anti)
55.96
(syn)
76
anti
51.69
74.10
51.75
C9/OR
COOCH3
13.66 (C1'')
52.15
18.74 (C2'')
(OCH3)
36.31 (C3'')
72.42 (C9)
170.66; 171.22 (C=O)
13.67 (C1'' anti)
52.15;
14.09 (C1'' syn)
52.38
18.37 (C2'' syn)
(OCH3 syn,
anti)
18.74 (C2'' anti)
170.93
36.35 (C3'' anti)
(C=O syn)
36.63 (C3'' syn)
171.11
71.14 (C9 syn)
(C=O anti)
72.91 (C9 anti)
170.60; 172.69
(C=O syn, anti)
14.21 (C1'')
52.15
22.78; 25.28;
(OCH3)
29.14; 29.37;
29.51; 31.96
(C2''-C8'')
34.43 (C9'')
72.41 (C9)
170.85; 171.21 (C=O)
R1
43.91 (NCH3)
R2
45.96 (NCH3)
43.87 (NCH3
anti)
43.92 (NCH3
syn)
64.97 (NCH2 syn)
65.62 (NCH2 anti)
124.96 (C3''' syn,
anti)
136.28 (C4''' syn,
anti)
149.69 (C6''' syn,
anti)
122.29; 122.35; 122.44; 122.65 (C5', C5''' syn, anti)
157.13; 157.81; 159.78; 161.14 (C2', C2''' syn, anti)
45.96 (NCH3)
122.77 (C5')
123.23 (C3')
139.29 (C4')
148.87 (C6')
160.33 (C2')
43.91 (NCH3)
Ar
122.77 (C5')
123.22 (C3')
136.29 (C4')
148.87 (C6')
160.32 (C2')
123.42 (C3' anti)
123.69 (C3' syn)
136.11 (C4' syn, anti)
148.55 (C6' syn)
148.72 (C6' anti)
Experimenteller Teil
189
Experimenteller Teil
6.10.
Durchführung der pharmakologischen Testung
Alle pharmakologischen Experimente wurden von der Firma Grünenthal GmbH in
Aachen unter der Leitung von Herrn Dr. Frormann durchgeführt.
6.10.1.
Bestimmung der Rezeptoraffinität nach67
Die Rezeptoraffinitätsexperimente an humanen µ-, κ-, δ2-OR-Subtypen wurden
mit Hilfe von Mikrotiterplattenessays durchgeführt. Zellmembrankulturen von
CHO-K1- oder HEK293-Zellen (NEN/Receptor Biology Zaventem, Belgien), die
entsprechend mit humanen, rekombinanten µ- oder κ-Rezeptoren transfiziert
sind, wurden verwendet. Die µ- und κ-Bindungsessays wurden als homogene
SPA's (Scintillation Proximity Assay) mit 1 oder 2mg Weizenkeim-Agglutininbeschichteten SPA-beads pro Mikrotitermulde (Amersham Pharmacia, Freiburg)
durchgeführt. Als Radioligand wurde 1nM [3H]-Naloxon oder [3H]-CI977
(Enadolin) entsprechend für den µ- oder κ-Bindungsessay verwendet. Unspezifische Bindung wurde in der Anwesenheit von 25µM oder 100µM Naloxon
als Kontrolle entsprechend bestimmt. Die Inkubation beider Essays erfolgte über
90min bei Raumtemperatur in 96-Well-Microtiterplatten (#3632, Corning Inc.,
Corning, NY, USA). Als Inkubationspuffer wurde 50mM TRIS-HCl, 0.05% NaN3 in
H2O (pH7.4) verwendet, dem im Fall des κ-Bindungsessays 0.02% Rinderserum
Albumin zugesetzt wurde.
Der δ2-Bindungsessay wurde als Filter-Harvest-Essay mit Zellmembrankulturen
von CHO-K1-Zellen, welche mit humanen, rekombinanten δ2-Rezeptoren
transfiziert sind, durchgeführt (NEN/Receptor Biology Zaventem, Belgien). Als
Radioligand kam 1nM [3H]-D-Ala-Deltorphin II (NEN, Zaventem, Belgien) zum
Einsatz und unspezifische Bindung wurde mit 10µM Naloxon als Kontrolle
bestimmt. Die Inkubation wurde über 120min bei Raumtemperatur mit 50mM
TRIS-HCl, 5mM MgCl2 in H2O (pH7.4) als Puffer durchgeführt. Anschliessend
wurde mit Hilfe eines 96-Well Brandel-Cell-Harvester (Hassel, München) auf
Unifilter-96 GF/B-Glasfaserplatten filtriert, die mit 50mM TRIS-HCl, 5mM MgCl2,
0.5% Polyethylenimin in H2O (pH7.4) äquilibriert waren. Die Filterplatten wurden
190
Experimenteller Teil
1h bei 55°C getrocknet und mit 35µl Ultima Gold MV (Packard, Dreieich) pro Well
versetzt und versiegelt.
Alle Essays wurden mit mindestens 90min Verzögerung mit einem 1450-Microbeta Szintillationszähler (Wallac, Freiburg) analysiert. Alle Essays wurden in
doppelter Ausführung durchgeführt und zweimal wiederholt. Die IC50-Werte
wurden gemäß dem Massenwirkungsgesetz mit Standard-Analysensoftware
(Fig.P, Biosoft, Cambridge, UK) bestimmt und mit Hilfe der Cheng-PrusoffGleichung in die entsprechenden Ki-Werte transformiert.
6.10.2.
Bestimmung der In-vivo-Aktivität nach65
Folgende Testmethoden wurden an männlichen NMRI-Mäusen durchgeführt, die
unter Standard-Laborbedingungen gehalten wurden (Gruppenhaltung, 22°C, 12h
Hell-Dunkel-Zyklus) und freien Zugang zu Standard-Laborfutter und Leitungswasser hatten. Nahrung und Wasser wurden für die Dauer der Tests entzogen.
Tail-Flick-Test:
Der Tail-Flick-Test wurde nach einer modifizierten Methode von D'Amour und
Smith128 durchgeführt. Ein Tail-Flick-Schmerzmessgerät (Labtec, Dr. Hess,
München) wurde zur Bestimmung der Latenzzeit verwendet, die vergeht,
nachdem der Schwanzansatz des Versuchstieres mit einer Hitzequelle (12V,
55W) bestrahlt wurde. Die Hitzequelle wurde derart eingestellt, dass die
Latenzzeit 3-5s beträgt.
Phenylchinon-Writhing-Test:
Analog der Methode von Hendershot und Forsaith129 wurden dem Versuchstier
0.35ml einer 0.02% Lösung von Phenylchinon intra peritoneal appliziert. Die
charakteristischen Krümm- und Streckbewegungen wurden 5-20min nach der
Phenylchinon Applikation gezählt.
191
192
Anhang
7.
Anhang
7.1.
Übersicht der synthetisierten Verbindungen mit Nummerierung
7.1.1.
Aceton-1,3-dicarbonsäureester 1-3
RO
O
O
O
2
1
OR
3
Verb.
1
Keton
R
5'
6'
1'
2
Keton:Enol
75:25
2'
4'
3'
2'
7'
3
Keton:Enol
75:25
1'
3'
3'
8'
1'
2'
4-Piperidon-3,5-dicarbonsäureester 4-20
7.1.2.
OH
O
O
1'/ 1*
Ar:
RO
5
4
2'/ 2*
OR
3
3'/ 3*
1
Ar
6
N
R
2
Ar
6'/ 6*
N
6'/ 6*
1' /1*
5'/ 5*
2'/ 2*
5'/ 5*
4'/ 4*
3'/ 3*
4'/ 4*
F
1
Verb.
4
Ar
2-Pyridyl
R
CH3
5
2-Pyridyl
CH3
R
1
3''
8''
1''
2''
3''
10''
1''
2''
193
Anhang
Verb.
6
Ar
2-Pyridyl
R
CH3
7
2-Pyridyl
CH3
R1
3''
12''
2''
3''
14''
8
2-Pyridyl
2''
CH3
2-Pyridyl
CH3
2-Pyridyl
1''
2''
5''
6''
1''
10
1''
3''
18''
9
1''
2''
4''
3''
CH3
2''
3''
1''
6''
11
2-Pyridyl
CH3
12
2-Pyridyl
1''
OH
2''
CH3
2-Pyridyl
CH3
2-Pyridyl
3-F-Phenyl
4''
3''
CH3
2-Pyridyl
17
2-Pyridyl
18
2-Pyridyl
5''
C2H5
19
2-Pyridyl
3''
3-F-Phenyl
6''
4''
3''
12''
1''
1''
2''
CH3
2''
5''
6''
1''
20
5''
3''
1''
3''
8''
2''
1''
CH3
2''
7''
N
1''
6''
1''
16
OH
OH
O
2''
15
2''
3''
CH3
1''
2''
4''
14
O
3''
8''
13
4''
O
3''
4''
5''
2''
5''
6''
1''
2''
4''
CH3
3''
4''
CH3
3''
194
Anhang
7.1.3.
9-Oxo-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäureester 21-55
R
N
6
8
7
O
O
RO
2
O
9
5
1'/ 1*
Ar:
2'/ 2*
OR
1
3'/ 3*
4
N
R
6'/ 6*
1' /1*
5'/ 5*
2'/ 2*
2
5'/ 5*
4'/ 4*
3'/ 3*
4'/ 4*
3
Ar
6'/ 6*
N
F
Ar
1
Verb.
Ar
3-F-Phenyl
21
cis
Rotamere
R1
CH3
R
CH3
R2
5''
1''
22
trans
3-F-Phenyl
CH3
5''
6''
1''
3-F-Phenyl
23
cis
Rotamere
24
trans
3-F-Phenyl
CH3
5''
6''
1''
CH3
3-F-Phenyl
27
cis
Rotamere
5''
6''
1''
2''
2''
5''
6''
1''
3-F-Phenyl
25
cis
Rotamere
2''
2''
CH3
3''
5'''
4''
3''
1'''
2-Pyridyl
4'''
6'''
3''
1'''
3'''
2'''
CH3
4''
CH3
3''
CH3
CH3
O
5''
5'''
4''
CH3
CH3
CH3
3'''
2'''
5'''
4''
6''
1''
5''
6''
1''
2''
4''
6'''
1'''
5''
6''
1''
29
trans
4'''
6'''
2''
2-Pyridyl
3''
2''
4''
3''
28
cis
4''
6''
2''
1''''
4'''
N
2''''
3'''
2'''
4''
3''
CH3
3''
195
Anhang
Verb.
30
trans
Ar
2-Pyridyl
R1
R
CH3
5''
6''
1''
31
cis
2-Pyridyl
5''
6''
1''
32
cis
2-Pyridyl
2''
2''
R2
5''
6''
4''
1''
3''
2''
4''
3''
CH3
4''
CH3
3''
CH3
CH3
1''
N
2''
33
cis
2-Pyridyl
CH3
CH3
4''
3''
2''
34
trans
2-Pyridyl
CH3
4'''
3''
1''
8''
35
trans
2-Pyridyl
2''
CH3
2-Pyridyl
4'''
1''
2''
CH3
2-Pyridyl
2-Pyridyl
2''
CH3
2-Pyridyl
2-Pyridyl
2''' N
1'''
5''
6''
CH3
1''
2''
2''
CH3
2'''
N
1'''
4'''
2'''
3''
N
1'''
4'''
10''
9''
3''
3'''
3'''
4''
4''
2''
1''
2-Pyridyl
3'''
4'''
3''
3'''
7''
8''
2'''
N
1'''
4'''
4''
3'''
2''
3''
O
6''
5'''
6'''
5'''
6'''
5'''
6'''
5'''
6'''
5'''
6'''
5'''
6'''
5'''
5''
6''
41
trans
1''
2''
1''
40
trans
N
1'''
4'''
CH3
CH3
3'''
2'''
3''
18''
39
trans
2''' N
1'''
1''
14''
38
trans
3'''
4'''
3''
12''
37
trans
3'''
2''' N
1'''
3''
10''
36
trans
N
1''
5''
6'''
5'''
OH
1''
2'''
N
1'''
6'''
196
Anhang
Verb.
42
cis
Ar
2-Pyridyl
R
CH3
R1
4''
2-Pyridyl
CH3
2-Pyridyl
CH3
2-Pyridyl
CH3
2-Pyridyl
CH3
2-Pyridyl
CH3
N
1''
2'''
3'''
10'''
6''
N
1''
3'''
14'''
6''
4''
5''
N
1''
3'''
18'''
6''
5'''
5''
N
1''
4''
3''
6'''
6''
1'''
2'''
N
1''
2-Pyridyl
50
cis
2-Pyridyl
C2H5
1''
1'''
2''
3''
12''
10'''
5'''
6'''
3''
CH3
3'''
9'''
3'''
6''
CH3
4'''
4'''
2'''
5''
1'''
2'''
4''
3''
12''
49
trans
1'''
2'''
1'''
2-Pyridyl
1'''
2'''
5''
3''
2''
48
trans
1'''
4''
2''
47
trans
8'''
6''
5''
3''
2''
46
trans
3'''
4''
2''
45
trans
N
1''
3''
2''
44
trans
5''
3''
2''
43
trans
R2
7'''
8'''
N
2'''
CH3
1''
2''
CH3
3''
2''
1''
4''
N
O
197
Anhang
Verb.
51
cis
Ar
2-Pyridyl
1
R
R
CH3
R
C2H5
4''
3''
N
1''
2''
52
trans
53
cis
2-Pyridyl
2''
7''
3''
8''
54
cis
2-Pyridyl
5''
1''''
6''
2''''
4'''
3'''
2''' N
1'''
CH3
5'''
6'''
3'''
2'''
4'''
N
1'''
2-Pyridyl
5''
N
2'''
CH3
1''
4''
6''
O
3''
2''
5''
CH3
4''
6''
1''
7.1.4.
1'''
2''
1''
55
cis
12'''
1''
3''
2-Pyridyl
3'''
2
4'''
3'''
2''' N
1'''
3''
2''
5'''
6'''
1,5-Di-(hydroxymethyl)-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-9-ole 56-65
R
2
N
6
8
7
1'/ 1*
Ar:
OH
2'/ 2*
HO
9
5
OH
1
3'/ 3*
4'/ 4*
3
Ar
4
N
R
Verb.
Ar
3-F-Phenyl
56
cis
syn
Rotamere
3-F-Phenyl
57
cis
syn
Rotamere
3-F-Phenyl
58
cis/trans
syn
Rotamere
6'/ 6*
1' /1*
5'/ 5*
2'/ 2*
5'/ 5*
4'/ 4*
3'/ 3*
F
Ar
2
6'/ 6*
N
1
1
2
R
CH3
R
CH3
CH3
5''
6''
1''
5''
6''
1''
2''
4''
2''
4''
3''
CH3
3''
198
Anhang
R1
Verb.
Ar
3-F-Phenyl
59
cis
Rotamere
R2
5''
6''
1''
2''
60
cis
syn
2-Pyridyl
CH3
61
cis
syn
2-Pyridyl
CH3
4''
5'''
3''
1'''
2-Pyridyl
CH3
5''
3''
2''
4''
3''
2''
7.1.5.
4''
6''
CH3
3-F-Phenyl
63
cis
syn
Rotamere
3-F-Phenyl
64
trans
syn
3-F-Phenyl
65
cis
3'''
2'''
1''
62
cis
4'''
6'''
N
1''
CH3
H
H
CH3
H
H
5''
6''
9-Hydroxy-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester 66-69
R
2
1'
Ar:
N
6
8
7
OH
O
2'
3'
O
4'
H3CO
9
5
6'
1'
5'
5'
2'
4'
3'
F
OCH3
1
6'
N
3
Ar
4
N
R
Verb.
Ar
3-F-Phenyl
66
Rotamere
syn:anti
40:60
2
Ar
1
R1
CH3
R2
CH3
199
Anhang
1
Verb.
Ar
3-F-Phenyl
66a
Rotamere
anti
3-F-Phenyl
66b
Rotamere
syn
2-Pyridyl
67
syn:anti
50:50
2-Pyridyl
67a
anti
2
R
CH3
R
CH3
CH3
CH3
CH3
CH3
CH3
CH3
CH3
67b
syn
2-Pyridyl
CH3
68
syn:anti
60:40
2-Pyridyl
CH3
69
syn:anti
60:40
2-Pyridyl
69a
anti
2-Pyridyl
4''
3''
2''
N
1''
5''
6''
CH3
1''
N
2''
CH3
1''
N
2''
69b
syn
2-Pyridyl
CH3
1''
N
2''
7.1.6.
9-O-Acyl-3,7-diazabicyclo[3.3.1]nonan-1,5-dicarbonsäuredimethylester
70-76
R
2
1'
Ar:
N
6
8
7
OR
O
2'
3'
O
4'
H3CO
9
5
OCH3
1
6'
N
6'
1'
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4'
3'
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3
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4
N
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2
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1
200
Anhang
Verb.
Ar
3-F-Phenyl
70a
Rotamere
anti
2-Pyridyl
71
syn:anti
45:55
2-Pyridyl
71a
anti
72
syn:anti
60:40
2-Pyridyl
73
syn:anti
60:40
2-Pyridyl
74
anti
2-Pyridyl
1
2
R
COCH3
R
CH3
R
CH3
COCH3
CH3
CH3
COCH3
CH3
CH3
COCH3
CH3
1''
N
2''
COCH3
CH3
4''
3''
2''
CH3
O
2-Pyridyl
76
anti
2-Pyridyl
6''
CH3
2''
1''
3''
75
syn:anti
55:45
N
1''
5''
CH3
O
4''
3''
5''
2''
1''
3''
2''
CH3
O
N
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2''
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Lebenslauf
Persönliche Daten
Name
Holger Projahn
Geburtsdatum
19.05.1974
Geburtsort
Aalen, Baden-Württemberg
Beruf
Apotheker
Promotion
seit 06/2000
Promotion im Fachbereich der pharmazeutischen
Chemie an der Bayerischen Julius-MaximiliansUniversität in Würzburg unter der Leitung von Frau
Prof. Dr. Ulrike Holzgrabe in der Tätigkeit als
• Wissenschaftlicher Mitarbeiter
• Erstellung von Arzneistoffmonographien für das
Hagers
Handbuch
der
pharmazeutischen
Praxis
• AK-Messberechtigter am NMR-Spektrometer
Studium
21.07.2000
Approbation als Apotheker
12.07.2000
3. Staatsexamen
05/1999-05/2000
Pharmaziepraktikum in der Tännig Apotheke in
Würzburg
12.05.1999
2. Staatsexamen
11/1994-05/1999
Studium der Pharmazie an der Bayerischen
Julius-Maximilians Universität in Würzburg
Schulausbildung
1984-1993
Theodor-Heuss-Gymnasium in Aalen
Abschluss: Allgemeine Hochschulreife
1980-1984
Grauleshof-Grundschule in Aalen
Zivildienst
1993-1994
Zivildienst beim Maltheser Hilfsdienst in Aalen im
Bereich MSHD (Mobiler Sozialer Hilfsdienst)
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