Oncorrhynchus mykiss - TiHo Bibliothek elib

Tierärztliche Hochschule Hannover
Zentrum für Infektionsmedizin, Abteilung
Fischkrankheiten und Fischhaltung und
Institut für Zoologie
Untersuchung zur Elektrobetäubung von
Regenbogenforellen (Oncorrhynchus mykiss)
INAUGURAL – DISSERTATION
Zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae ( Dr. med. vet. )
Vorgelegt von
Uta Reimers
(Krefeld)
Hannover 2008
Wissenschaftliche Betreuung:
A. pl.-Prof. Dr. Dieter Steinhagen
Abteilung Fischkrankheiten und Fischhaltung
Zentrum für Infektionsmedizin
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
PD Dr. rer. nat. Karl-Heinz Esser
Institut für Zoologie
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
1. Gutachter:
Prof. Dr. Dieter Steinhagen
2. Gutachter:
Prof. Dr. Jörg Hartung
Tag der mündlichen Prüfung:
29. Mai 2008
Die Studie wurde durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und
Lebensmittelsicherheit finanziell unterstützt.
Meiner Familie gewidmet
Inhaltsverzeichnis
1
EINLEITUNG............................................................................................................. 15
2
LITERATURÜBERSICHT ....................................................................................... 17
2.1
Fisch als Lebensmittel ................................................................................................ 17
2.2
Haltung und Schlachtprozess .................................................................................... 17
2.3
Tierschutz und Filetqualität ...................................................................................... 18
2.4
Beurteilung von Reizwahrnehmung und Betäubung .............................................. 20
2.5
Betäubungsmethoden ................................................................................................. 21
2.6
Erkenntnisse über die Elektrobetäubung ................................................................ 26
3
MATERIAL UND METHODEN .............................................................................. 29
3.1
Fische, Haltung, Fütterung ........................................................................................ 29
3.2
Ableitung von EEG-Signalen..................................................................................... 29
3.2.1 Herstellung der Elektroden zur EEG-Ableitung........................................................... 29
3.2.2 Implantation von Elektroden zur EEG-Ableitung ........................................................ 30
3.2.2.1 Ermittlung der Lokalisation der Elektrodenimplantation ............................................ 30
3.2.2.2 Implantation der Elektroden......................................................................................... 31
3.2.3 Ableiten von EEG-Signalen ......................................................................................... 33
3.2.3.1 Erzeugung von Lichtblitzen .......................................................................................... 35
3.2.3.2 Ableiten des Signals ...................................................................................................... 36
3.3
Elektrobetäubung ....................................................................................................... 36
3.3.1 Apparativer Aufbau der Elektrobetäubung .................................................................. 36
3.3.2 Durchführung der Elektrobetäubung ............................................................................ 37
3.4
Ableiten von EEG-Signalen nach der Elektrobetäubung ....................................... 37
3.5
Bestimmung der Wasserbeschaffenheit ................................................................... 38
3.6
Betäubung durch Perkussion .................................................................................... 38
3.7
Klinisch-chemische Untersuchung von Blutparametern ........................................ 38
3.8
Schlachtkörperuntersuchung und pH-Wert im Fleisch ......................................... 39
3.9
Röntgenaufnahmen .................................................................................................... 40
3.10
Statistische Auswertung ............................................................................................. 40
4
ERGEBNISSE............................................................................................................. 41
4.1
EEG-Abnahme ............................................................................................................ 41
4.1.1 Lokalisation der Bohrlöcher für die Implantation der Elektroden ............................... 41
4.1.2 VERs („Visual Evoked Responses“) im EEG .............................................................. 42
4.1.3 Ergebnisse der EEG-Ableitungen................................................................................. 43
4.2
Verhaltensbeobachtungen ......................................................................................... 46
4.2.1 Verhaltensreaktionen von Regenbogenforellen nach Betäubung durch Perkussion .... 46
4.2.2 Verhaltensreaktionen von Regenbogenforellen nach Betäubung mit pulsierendem
Strom ............................................................................................................................ 47
4.2.2.1 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von pulsierendem
Strom in Abhängigkeit der Betäubungszeit .................................................................. 48
4.2.2.2 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von pulsierendem
Strom in Abhängigkeit der Plattenposition .................................................................. 49
4.2.3 Vergleich der Elektrobetäubung durch pulsierenden Strom und der Betäubung durch
Perkussion..................................................................................................................... 50
4.2.4 Verhaltensreaktionen von Regenbogenforellen nach Betäubung mit Wechselstrom .. 50
4.2.4.1 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von Wechselstrom
in Abhängigkeit der Betäubungszeit ............................................................................. 51
4.2.4.2 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von Wechselstrom
in Abhängigkeit der Frequenz ...................................................................................... 52
4.2.4.3 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von Wechselstrom
in Abhängigkeit der Plattenposition ............................................................................. 53
4.2.5 Wiedererlangen der Reizwahrnehmung nach Einwirkung von Wechselstrom oder
pulsierendem Strom in Abhängigkeit der Stromdichte ................................................ 53
4.2.6 Vergleich der Betäubungsmethode Elektrobetäubung mit Wechselstrom und der
Betäubungsmethode Perkussion ................................................................................... 54
4.3
Stressparameter .......................................................................................................... 54
4.3.1 Cortisol ......................................................................................................................... 54
4.3.2 Natrium ......................................................................................................................... 59
4.3.3 Kalium .......................................................................................................................... 60
4.3.4 Hämatokrit .................................................................................................................... 60
4.4
Schlachtkörperuntersuchung .................................................................................... 61
4.4.1 Perkussion..................................................................................................................... 64
4.4.2 Pulsierender Strom ....................................................................................................... 64
4.4.3 Wechselstrom ............................................................................................................... 66
4.4.4 Vergleich pulsierender Strom und Wechselstrom hinsichtlich der
Schlachtkörpermerkmale .............................................................................................. 68
4.4.5 pH-Messungen .............................................................................................................. 69
4.4.6 Laktatmessungen .......................................................................................................... 74
5
DISKUSSION ............................................................................................................. 77
5.1
Ist Elektrobetäubung tierschutzgerecht? ................................................................. 77
5.2
Stressbelastung ........................................................................................................... 80
5.3
Schlachtkörperbeschaffenheit ................................................................................... 83
5.4
Zusammenfassende Bewertung der Elektrobetäubung hinsichtlich Tierschutz
und Schlachtkörperbeschaffenheit .......................................................................... 87
6
ZUSAMMENFASSUNG ............................................................................................ 89
7
SUMMARY ................................................................................................................. 91
8
LITERATURVERZEICHNIS .................................................................................. 93
9
DANKSAGUNG ......................................................................................................... 99
Tabellenverzeichnis
Tab. 1
Betäubungsmethoden, die als nicht tierschutzgerecht gelten .......................... 23
Tab. 2
Betäubungsmethoden, die als tierschutzgerecht gelten ................................... 25
Tab. 3
Messpunkte des Schädels von Regenbogenforellen in Speisefischgröße zur
Lokalisation der Bohrpunkte für die Implantation von Elektroden .................. 42
Tab. 4
Verhaltensparameter von Regenbogenforellen nach Betäubung mit Abnahme
von EEGs (n = 15)…………………………………………………………… 45
Tab. 5
Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Perkussion ......................................................................................................... 47
Tab. 6
Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
pulsierenden Strom in Abhängigkeit von der Position der Elektrodenplatten
und der Betäubungszeit mit Darstellung signifikanter Unterschiede zur
Betäubung durch Perkussion ............................................................................ 48
Tab. 7
Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
pulsierenden Strom in Abhängigkeit von der Betäubungszeit mit Darstellung
signifikanter Unterschiede ............................................................................... 49
Tab. 8
Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
pulsierenden Strom in Abhängigkeit der Position der Elektrodenplatten mit
Darstellung signifikanter Unterschiede ........................................................... 49
Tab. 9
Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Wechselstrom in Abhängigkeit der Position der Elektrodenplatten und der
Betäubungszeit mit Darstellung signifikanter Unterschiede zur Betäubung
durch Perkussion ............................................................................................... 51
Tab. 10
Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Wechselstrom in Abhängigkeit der Betäubungszeit mit Darstellung
signifikanter Unterschiede ................................................................................ 52
Tab. 11
Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Wechselstrom in Abhängigkeit der Frequenzeinstellungen mit Darstellung
signifikanter Unterschiede ............................................................................... 52
Tab. 12
Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Wechselstrom in Abhängigkeit der Plattenposition mit Darstellung
signifikanter Unterschiede ............................................................................... 53
Tab. 13
Mittelwerte und Standardabweichungen von Stressparametern im Blut von
Forellen nach Betäubung durch Strom und durch Perkussion .......................... 56
Tab. 14
Signifikante Unterschiede der Stressparameter in Abhängigkeit der Stromart,
der Betäubungszeit, der Plattenposition und der Frequenz............................... 57
Tab. 15
Auftreten signifikanter Unterschiede der Stressparameter bei den durch Strom
betäubten Forellen im Vergleich zu den durch Perkussion betäubten Forellen 57
Tab. 16
Zusammenfassende Darstellung von Unterschieden bei Stressparametern im
Blut von Forellen nach Elektrobetäubung und nach Betäubung durch
Perkussion ......................................................................................................... 58
Tab. 17
Einfluss von Muskelkontraktionen, Körperzittern und Schnappatmung nach der
Betäubung auf Hämatokrit und Elektrolyte im Blut von Forellen ................... 58
Tab. 18
Häufigkeit und Stärke von Veränderungen im Schlachtkörper von Forellen
nach Betäubung mit pulsierendem Strom und durch Perkussion. Registriert
wurde das Auftreten von Strommarken, Wirbelsäulenblutungen, Filetblutungen
und Kiemenblutungen. Signifikante Unterschiede zwischen Forellen, die
mittels Strom betäubt wurden und durch Perkussion betäubte Forellen sind
durch Sternchen (*) gekennzeichnet ................................................................. 65
Tab. 19
Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers
von Forellen nach der Betäubung mit pulsierendem Strom in Abhängigkeit von
der Position der Elektrodenplatten ................................................................... 65
Tab. 20
Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers
von Forellen nach der Betäubung mit pulsierendem Strom in Abhängigkeit von
der Betäubungszeit ........................................................................................... 66
Tab. 21
Häufigkeit und Stärke von Veränderungen im Schlachtkörper von Forellen
nach Betäubung mit Wechselstrom und durch Perkussion. Registriert wurde
das Auftreten von Strommarken, Wirbelsäulenblutungen, Filetblutungen und
Kiemenblutungen. Signifikante Unterschiede zwischen Forellen, die mittels
Strom betäubt wurden und durch Perkussion betäubte Forellen sind durch
Sternchen (*) gekennzeichnet ........................................................................... 67
Tab. 22
Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers
von Forellen nach der Betäubung mit Wechselstrom in Abhängigkeit von der
Position der Elektrodenplatten ......................................................................... 68
Tab. 23
Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers
von Forellen nach der Betäubung mit Wechselstrom in Abhängigkeit von der
Betäubungszeit ................................................................................................. 68
Tab. 24
Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers
von Forellen nach der Betäubung mit Wechselstrom in Abhängigkeit von der
Frequenzeinstellung ......................................................................................... 68
Tab. 25
Signifikante Unterschiede in der Stärke und Häufigkeit der
Schlachtkörperparameter Strommarken, Wirbelsäulenblutungen und
Filetblutungen in Abhängigkeit von der Stromart; angegeben sind Mittelwerte
und Standardabweichungen .............................................................................. 69
Tab. 26
Laktatspiegel im Blutplasma und pH-Werte im Filet von Forellen nach
Betäubung durch Kopfschlag oder elektrischen Strom; angegeben sind
Mittelwerte und Standardabweichungen ......................................................... 71
Tab. 27
Veränderung der Laktatspiegel im Blut und des pH-Wertes im Filet von
Regenbogenforellen nach Betäubung: Auftreten signifikanter Unterschiede der
Schlachtkörperparameter in Abhängigkeit der Stromart, der Betäubungszeit,
der Plattenposition und der Frequenz ............................................................... 72
Tab. 28
Laktatspiegel im Plasma und pH-Werte im Filet bei Forellen mit
Muskelkontraktionen, Körperzittern und Schnappatmung nach Betäubung;
angegeben sind Mittelwerte und Standardabweichungen ................................ 74
Tab. 29
Signifikante Unterschiede im Plasma – Laktatspiegel und pH-Wert des Filets
zwischen unterschiedlich betäubten Forellen .................................................. 75
Tab. 30
Zusammenfassende Bewertung von Stromart, Stromdichte und Betäubungszeit
im Hinblick auf Betäubungserfolg und Tierschutz .......................................... 80
Tab. 31
Zusammenfassende Bewertung von Stromart, Betäubungszeit, Plattenposition
und Frequenz im Hinblick auf die Stressbelastung während der
Elektrobetäubung ............................................................................................. 83
Tab. 32
Zusammenfassende Bewertung von Stromart, Betäubungszeit und
Plattenposition im Hinblick auf die Schlachtkörperbeschaffenheit nach
erfolgter Elektrobetäubung .............................................................................. 86
Tab. 33
Vor- und Nachteile der Betäubungsmethoden Perkussion und Elektrobetäubung ......................................................................................................... 88
ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS
°C
Grad Celsius
µS
Mikrosiemens
$
Paragraph
∑
Summe
A
Atmung
A/dm² Ampere/Quadratdezimeter (Stromdichte)
Abb. Abbildung
ACTH Adreno-Corticotropes Hormon
ATP
Adenosintriphosphat
Au
Augendrehreflex
BM
Betäubungsmittel
BNC Bayonet Neill Concelmann
ca.
circa
cm
Zentimeter
CO2
Kohlenstoffdioxid
D.
Deutschland
d.c.
direct current (Gleichstrom)
dm²
Quadratdezimeter
E
Erholung
EEG
Elektroenzephalogramm
FAO Food Agriculture Organisation
FZ
Flossenzittern
g
Gramm
GIT
Gastrointestinaltrakt
H2O
Wasserstoff + Sauerstoff = Wasser
Hz
Herz
KdZ
Kiemendeckelzittern
kg
Kilogramm
K/S
Kopf/Schwanz-Position
kV
Kilovolt
L
Liter
Min.
Minuten
MK
Muskelkontraktion
ml
Milliliter
mm
Millimeter
mmol Millimol
MW
Mittelwert
n
Anzahl
nb
nicht beurteilt
neg
negativ
ng
Nanogramm
Nr.
Nummer
N.S.
nicht signifikant
nzb
nicht zu beurteilen
o/u
Plattenposition oben/unten
P
Perkussion
pH
potentia Hydrogenii
pos
positiv
pS
pulsierender Strom
s.
siehe
SA
Schnappatmung
seitl.
seitliche Plattenposition
Sek.
Sekunde
Std.
Stunden
Stw.
Standardabweichung
S.U.
signifikante Unterschiede
V
Volt
v.
von
VER Visuell Evozierte Reaktionen
WS
Wechselstrom
z.B.
zum Beispiel
Einleitung
___________________________________________________________________________
1
EINLEITUNG
Fisch als Nahrungsmittel liefert wichtige Nährstoffe für den menschlichen Körper. Die stetig
steigende Nachfrage nach Fisch als Lebensmittel muss aufgrund der starken Überfischung
vieler natürlicher Ressourcen vornehmlich durch die Aquakultur abgedeckt werden (FAO
2007). Bei der Aufzucht von Fischen in der Aquakultur stehen vor allem wirtschaftliche
Bedingungen im Vordergrund. Die Haltung, Schlachtung und Verarbeitung soll möglichst
kostengünstig und wenig zeit- und arbeitsintensiv sein. Doch auch der Tierschutz, die
Tiergesundheit
sowie
der
Umweltschutz
haben
an
Bedeutung
gewonnen.
Eine
tierschutzgerechte Aufzucht und Handhabung von Fischen hat so zu erfolgen, dass sie den
Fischen Möglichkeit zur Adaption bietet und nicht zu gesundheitlichen Schäden führt. Ein
schonender Umgang mit den Fischen während der Phase der Vorbereitung zur Schlachtung
hat großen Einfluss auf die Lebensmittelqualität und die Lagerungsfähigkeit des Produktes.
So sind die Aspekte des Tierschutzes eng verknüpft mit den Aspekten der wirtschaftlichen
Relevanz (POLI et al. 2005). Das Einfangen der Fische vor der Betäubung mit Keschern oder
durch Abfischen, das Halten der Tiere in großer Zahl auf engstem Raum sowie das weitere
Handling stellen starke Stressfaktoren dar, die physiologische Reaktionen und biochemische
Prozesse, die post mortem ablaufen, beeinflussen. Diese haben entsprechende Auswirkungen
auf die Qualität, die Qualitätswahrung, die technologische Eigenschaft und die Frische des
Lebensmittel Fisch.
Gegenwärtig werden marktfähige Regenbogenforellen in deutschen Fischzuchtbetrieben
durch Perkussion („Abschlagen“) betäubt und anschließend durch Entbluten und Ausnehmen
getötet. In anderen Ländern der Europäischen Union sind darüber hinaus CO2-Betäubung oder
das Einsetzen der Fische in Eiswasser übliche Verfahren zur Betäubung von Speisefischen
vor der Schlachtung (ROBB 2002). Diese Verfahren liefern überwiegend Fische in einer
hohen Lebensmittelqualität, hinsichtlich der Kriterien Verarbeitungsgeschwindigkeit und
Tierschutz sind diese und auch andere übliche Schlachtverfahren für Forellen nicht immer als
befriedigend zu bewerten (ROBB 2002). Ein weiteres mögliches Verfahren zur Betäubung
von Forellen ist die Elektrobetäubung. Die Elektrobetäubung ist wenig zeit- und
arbeitsintensiv und ermöglicht die Verarbeitung großer Fischmengen. Für diese Verfahren
brauchen die Fische nicht wie beim Abschlagen aus dem Wasser entfernt und einzeln
gehandelt zu werden. Dies würde einen möglichst stressfreien Prozess ermöglichen.
15
Einleitung
___________________________________________________________________________
Ziel dieser Arbeit ist, die Elektrobetäubung sowohl hinsichtlich der Anforderungen des
Tierschutzes als auch hinsichtlich der Schlachtkörperqualität zu untersuchen. Dazu wurde
geprüft, ob und unter welchen Bedingungen eine Verbindung zwischen dem sofortigen
Verlust der Reizwahrnehmung der Forellen und der Fleischqualität gesehen werden kann. Ein
erster wichtiger Teil der Arbeit war daher die Überprüfung der Reizwahrnehmung der
Forellen
nach
erfolgter
Betäubung.
Dies
erfolgte
durch
Abnahme
von
Elektroenzephalogrammen und Untersuchung auf visuell evozierte Reaktionen, die durch
Lichtblitze
hervorgerufen
wurden.
Außerdem
wurden
nach
der
Betäubung
Verhaltensbeobachtungen angestellt. Durch Heranziehen von hämatologischen Daten wurde
desweiteren die Stressbelastung der Forellen unter dem Betäubungsprozess beurteilt.
Schließlich wurden noch die Schlachtkörper der Forellen auf Auswirkungen der
Elektrobetäubung hin untersucht.
16
Literaturübersicht
___________________________________________________________________________
2
LITERATURÜBERSICHT
2.1
Fisch als Lebensmittel
Seit Jahrtausenden ist der Fisch ein wichtiger Lieferant wertvoller Nährstoffe für den
menschlichen Körper. Fisch enthält hochwertiges Eiweiß und liefert lebenswichtige Omega3-Fettsäuren. Diese gehören zu den ungesättigten Fettsäuren, die der Mensch selbst nicht
synthetisieren kann. Zudem versorgt der Fisch den Menschen mit lebenswichtigen Vitaminen
wie Vitamin A, D, B1, B2 und B12.
In den Anfängen der Fischzucht diente die Produktion allein zur Deckung des Eigenbedarfs.
Seit der Möglichkeit der Konservierung wird mit Fisch weltweit gehandelt. Laut Angaben der
Welternährungsorganisation (=Food Agriculture Organisation, FAO) lag im Jahr 2004 der
Weltertrag an Fisch bei 106 Millionen Tonnen, pro Kopf waren dies 16,6 kg Fisch im Jahr.
2002 waren es noch 14 kg Fisch. 43 % der Fischerzeugnisse stammen aus der Aquakultur.
Laut einer Schätzung der FAO soll die Nachfrage nach Fisch bis zum Jahr 2030 auf 160
Millionen Tonnen ansteigen. Diese Steigerung soll vor allem durch die Aquakultur abgedeckt
werden. Forellen spielen mit knapp 2 Millionen Tonnen (2004) eine große Rolle in der
Aquakultur. Die Wachstumsrate der Forellenproduktion lag bei 5,1 % (FAO 2006).
2.2
Haltung und Schlachtprozess
Die Haltung von Forellen erfolgt in der Regel in Durchlaufanlagen, Erdteichen, Fließkanälen
oder Rinnenanlagen. Aufgrund des hohen Sauerstoffbedarfs muss hierbei auf einen hohen
Wasserdurchlauf geachtet werden. Genauere Angaben zur Haltung von Forellen sind bei Bohl
zu finden (BOHL et al. 1999). Um Forellen verarbeiten und verkaufen zu können, müssen sie
zuvor aus den Teichen abgefischt werden. Da Forellen ganzjährig verkauft werden können,
handelt es sich hierbei nicht um einen einmal jährlich stattfindenden Prozess, sondern erfolgt
kontinuierlich. In der Regel wird im Zuge des Abfischens das Wasser in den Teichen
abgelassen, um die Fische vor dem als Mönch bezeichneten Ablauf zu konzentrieren. Dieses
zieht die kurzzeitige Haltung vieler Fische auf engem Raum mit sich („Crowding“). Teilweise
werden die zu verarbeitenden Forellen mittels Kescher aus den Teichen gefischt und zum
Transport oder zur kurzfristigen Lagerung in Fischkübeln, Wannen oder Eimern gehalten.
Häufig werden Forellen auch mit Zugnetzen an einem bestimmten Teil des Teiches
konzentriert, um sie dann mit Keschern herauszufangen (BOHL et al. 1999). Bereits nach
halbstündiger Haltung von Fischen (Atlantischer Lachs, Salmo salar) auf engem Raum
17
Literaturübersicht
___________________________________________________________________________
kommt es zu einer erheblichen Hormonausschüttung (FAGERLUND 1967). Heftige
Bewegungen auf engem Raum können bei den Fischen zu Schuppenverlusten und
Hautverletzungen führen. Schuppenverlust stellt bei Süßwasserfischen einen erheblichen
Stressfaktor dar (SMITH 1982). Aufgrund der Stresssituation ist der Sauerstoffbedarf erhöht,
die Fische produzieren vermehrt Schleim, der sich wiederum auf die Kiemen legt und die
Sauerstoffaufnahme zusätzlich erschwert. Ungeeignete Maschengröße oder defekte Kescher
können beim Abfischen weiterhin zu Verletzungen führen (BOHL et al. 1999). Nach dem
Abfischen oder Abkeschern durchlaufen die Fische einen Sortierungsprozess nach Größe oder
Gewicht. Dies kann per Hand oder über einen Sortiertisch erfolgen. Somit durchlaufen
Forellen bereits vor dem eigentlichen Schlachtprozess zahlreiche belastende Situationen.
2.3
Tierschutz und Filetqualität
Tiergesundheit, Umweltschutz und Gesichtspunkte des Tierschutzes haben in den letzten
Jahren auch im Bereich Fischerei immer mehr an Bedeutung gewonnen. Ein schonender
Umgang in der Haltung, während der Vorbereitung zur Schlachtung und während der
Schlachtung selbst erfüllen nicht nur ethische Aspekte des Tierschutzes. Eine „Balance
zwischen belastenden und fördernden Lebensbedingungen“ (POLI et al. 2005) hat auch eine
große wirtschaftliche Relevanz, da ein möglichst stressfreier Umgang mit den Tieren einen
großen Einfluss auf die Qualität des Lebensmittels und seine Lagerungsfähigkeit hat. Das
Einfangen der Fische vor der Betäubung mit Keschern oder Netzen sowie das Halten der
Tiere in großer Zahl auf engstem Raum stellen erhebliche Stressfaktoren dar. Bei der
Betäubung durch Perkussion sind diese Prozesse die Regel. Sie beeinflussen physiologische
Reaktionen und biochemische Prozesse, die post mortem ablaufen. Stress bedeutet aufgrund
hoher Muskelaktivität schneller Verbrauch von Muskelenergie und damit vermehrte
Milchsäureproduktion aufgrund der einsetzenden anaeroben Glykolyse. Durch das Laktat
kommt es zu einem schnellen pH-Abfall in der Muskulatur und schnellerem Eintritt des rigor
mortis (Erstarrung der Muskulatur post mortem). Das hat entsprechende Auswirkungen auf
die Qualität, die Qualitätswahrung, die technologische Eigenschaft und die Frische des
Lebensmittels Fisch. Bei rohem Fisch sind das Erscheinungsbild der Haut, der Status des
rigor mortis, die Augen und Kiemen, Farbe, Geruch, Schleimbildung und der Zustand des
Fleisches entscheidende sensorisch feststellbare Qualitätsmerkmale (POLI et al. 2005).
Heftige Schwimmbewegungen vor und während des Schlachtvorgangs sowie heftige
Fluchtbewegungen führen aufgrund erhöhter Muskelaktivität zu einer verminderten Qualität
des Lebensmittel Fisch, die sich in Form blasseren Fleisches, weicherer Textur und
18
Literaturübersicht
___________________________________________________________________________
geringerem Bindungsvermögen für Wasser äußert (POLI et al. 2005). Unter Stress kommt es
zur Ausschüttung des Adreno-Corticotropen Hormons (ACTH). ACTH reguliert die
Corticosteroidausschüttung aus der Nebenniere, so dass der Cortisolspiegel ansteigt. Die
Hormonkaskade ist speziesabhängig und bei Tierarten wie Rind, Schaf, Schwein, Nerz,
Fuchs, Vogel und verschiedenen Fischarten untersucht. Beim Rind liegen die Basiswerte des
Cortisols bei unter 10 ng/ml, in Stresssituationen steigen sie auf bis zu 55 ng/ml (THUN et al.
1981 ). Bei Schweinen können sie von 1,3 ng/ml in stressfreien Situationen bzw. im höheren
Alter von 0,5 ng/ml (EKKEL et al. 1997) auf bis zu 150 ng/ml ansteigen (VON BORELL u.
LADEWIG 1992). Je nach Dauer und Art des Stimulus und je nach Tierart steigt und sinkt
der Cortisolspiegel oder bleibt konstant hoch. So kommt es bei Fischen durch
Kurzzeitstressoren in der Regel zu einem schnellen Anstieg der Cortisolwerte gefolgt von
einem baldigen Abfall. Durch Langzeitstressoren hervorgerufene hohe Cortisolwerte bleiben
auf hohem Niveau und sinken nicht ab (PICKERING et al. 1982). Dieser Verlauf ist bei
anderen Tierarten nicht zu beobachten. Durch Langzeitstressoren hervorgerufene hohe
Cortisolwerte sinken, wie z.B. beim Schwein, nach einiger Zeit nach der akuten Antwort ab,
auch wenn die Stresssituation weiterhin besteht (MORMÈDE et al. 2007). Cortisol erhöht die
Glukoneogenese und die Lipidmobilisation. Folge dieser Ausschüttungen sind eine erhöhte
Herzfrequenz, höhere Sauerstoffaufnahme, Mobilisation von Energiereserven und ein
erhöhter Plasmaglukosespiegel (BARRY et al. 1993). Durch die erhöhte Herztätigkeit und
den größeren Bedarf an Sauerstoff erhöht sich die Zahl der Erythrozyten und damit der
Hämatokritwert (REDDY u. LEATHERLAND 1988). Erhöhte Cortisol- und Hämatokritwerte
stellten auch Parisi und Mitarbeiter bei Fischen als Auswirkung einer Stresssituation vor der
Schlachtung fest (PARISI et al. 2001). Ein Absinken des Natriumspiegels durch vermehrten
Verlust von Elektrolyten über die Kiemen kann bei Süßwasserfischen in Stresssituationen
ebenfalls beobachtet werden (BONE et al. 1995). Wenn Fische zur Betäubung im Wasser
verbleiben können, ein Fangen im Kescher und weitere Manipulationen am einzelnen Fisch
nicht Teil des Schlachtprozesses sind, kann eine derartige Belastung weitgehend vermieden
werden. Diese Forderungen könnten durch eine Elektrobetäubung erfüllt werden. Allerdings
werden bei Fischen nach Elektrobetäubung häufig Haemorrhagien in der Muskulatur
beobachtet (SPENCER 1967; HOLLENDER u. CARLINE 1994; KESTIN et al. 1995;
GREGORY u. GRANDIN 1999). Blutungen können Hämatome hervorrufen, was zur
Degradierung der Fleischqualität führen kann (MICHIE 2001). Diese scheinen besonders bei
der Verwendung von Wechselstrom aufzutreten. Bei der Frequenzeinstellung 50 Hz konnten
sogar Verletzungen, Dislokationen und Frakturen beobachtet werden (HAUCK 1949;
19
Literaturübersicht
___________________________________________________________________________
SHARBER u. CAROTHERS 1988; HABERA et al. 1996; AINSLIE et al. 1998). Neuere
Studien zeigten, dass nach Anwendung von höherfrequentem Wechselstrom dieses Problem
nicht mehr auftrat (LINES u. KESTIN 2005). Der zeitlich limitierte Einsatz von Strom bei der
Elektrobetäubung soll die Fleischqualität verbessern, und aufgrund verzögertem rigor mortis
soll es durch Elektrobetäubung zu einer verbesserten Qualität und zu festerer Struktur
kommen (ROTH et al. 2002). Die Evaluierung eines sicheren Verfahrens zur
Elektrobetäubung von Forellen zur Verbesserung des Schlachtprozesses unter Aspekten des
Tierschutzes und der Lebensmittelqualität erscheint dringend geboten.
2.4
Beurteilung von Reizwahrnehmung und Betäubung
Eine Gehirndysfunktion und damit einhergehend ein Verlust visuell evozierter Reaktionen
(VER) kann mithilfe eines Elektroenzephalogramms (EEG) untersucht werden (ROBB et al.
2000). Mit diesem Verfahren werden die Leitungsbahnen zum Gehirn, über die die Retina im
Auge stimuliert wird und die für die Reaktion auf Lichtblitze verantwortlich ist, auf ihre
Aktivität untersucht. Ist die Funktionalität dieser Leitungsbahn aufgehoben, treten keine
VERs im EEG auf, und der Fisch gilt als unempfänglich für Lichtstimuli. Aufgrund dessen,
dass es sich hierbei um eine sehr einfache Leitungsbahn handelt, gilt der Verlust der Reaktion
auf visuelle Stimuli als sicherer Indikator für eine tief greifende Gehirnfehlfunktion und damit
einhergehend für den Verlust der Reizempfindlichkeit (ROBB et al. 2000). Mittels
Elektrodenimplantation im Bereich des Tectum opticum (Teil des Mittelhirns) und des
Cerebellum (Kleinhirn) können Elektroenzephalogramme von Fischen abgenommen werden.
Diese Methode wurde beispielsweise von Kestin und Mitarbeitern beim Atlantischen Lachs
angewandt (KESTIN et al. 1991). Das Tectum opticum, das von zahlreichen Blutkapillaren
durchzogen wird, stellt die Verarbeitungsinstanz für das optische System dar. Bei Fischen
spielen optische Reize für die Lokalisation von Nahrung eine wichtige Rolle. Dies erklärt
auch das stark ausgebildete Tectum, den mächtig entwickelten dorsalen Teil des
Mesencephalons (Mittelhirn). Im Tectum opticum liegen unterschiedliche Arten von Zellen
zur Verarbeitung von Informationen von sich bewegenden Objekten, zur Erfassung von
Position und Kontur von Objekten oder zur Reaktion auf Helligkeit, Kontrast und
Geschwindigkeit vor (BONE et al. 1995). Die Sehnerven, die sich im Chiasma opticum
(Sehnervenkreuzung) kreuzen, ziehen vom Auge durchs Diencephalon (Zwischenhirn) und
steigen zum Tectum opticum auf. Das Cerebellum stellt die Dorsalregion des Metencephalons
(Hinterhirn) dar, welches ebenfalls stark entwickelt ist. Das Cerebellum ist eine wichtige
20
Literaturübersicht
___________________________________________________________________________
Integrationsinstanz für das akustische- und das Lateralissystem (Seitenlinienorgan,
Sinnesorgan für Druckreize) (BLÜM et al. 1998).
Das Verhalten, das von Fischen nach Elektrobetäubung gezeigt wird, kann ebenfalls ein guter
Indikator für die Beurteilung der Reizempfindlichkeit der Fische sein (ROBB 2003; POLI et
al.
2005).
Es
können
Kiemendeckelbewegung
Körperbeobachtet
und
Flossenzittern,
werden.
Muskelkontraktionen
Schwimmverhalten,
Kiemen-
und
und
Augenbewegung sind die Merkmale, die zur Beurteilung des Betäubungserfolges
herangezogen werden (POLI et al. 2005). Jedoch ist nicht jedes Merkmal zur sicheren
Beurteilung des Empfindungsverlustes geeignet. So muss eine Immobilisation, die nach einer
Betäubung
auftreten
kann,
nicht
gleichbedeutend
sein
mit
dem
Verlust
der
Reizempfindlichkeit (ROBB 2002). Durch Ersticken betäubte Fische verlieren ihr
Empfindungsvermögen vor dem Verlust der Muskelaktivität (ROBB 2002). Anders ist dies
bei der Betäubung im Eisschlamm. Während das Eis schnell zur Lähmung der Muskulatur
führt, verlieren die Fische erst nach mehreren Minuten ihre Reizempfindlichkeit (ROBB
2002). Auch die Elektroimmobilisation (Stromfluss mit geringer Stromdichte über mehrere
Minuten) führt bei Fischen zwar zur Bewegungslosigkeit, jedoch nicht zum Verlust der
Reizempfindlichkeit (ROBB 2002). Nicht alle Verhaltensweisen, die Fische nach einer
Betäubung zeigen, können somit als sicherer Indikator für die Beurteilung der
Empfindlichkeit gegenüber Reizen herangezogen werden. Auftretende Verhaltensmerkmale
bei Lachsen wurden von Kestin und Mitarbeitern und Robb und Roth untersucht (KESTIN et
al. 2002; ROBB 2003). Dabei wurde festgestellt, dass vor allem eine gleichmäßige
Kiemendeckelbewegung sowie ein vorhandener Augendrehreflex deutliche Anzeichen für
wiedererlangte Reizwahrnehmung darstellen.
2.5
Betäubungsmethoden
Die Anforderungen, die an die Betäubungsmethoden für Fische zur Schlachtung gestellt
werden, sind groß. Die Betäubung soll einfach und schnell durchführbar sein, die Qualität des
Schlachtkörpers nicht negativ beeinflussen und kostengünstig sein. Viele bisher angewandte
Schlachtmethoden können jedoch zu Schäden und Schmerzen bei den Tiere führen
(CHERVOVA 1997). Um als tierschutzgerecht zu gelten, sollte die Betäubungsmethode zu
einem schnellen Verlust der Reizwahrnehmung führen. Erst eine Gehirndysfunktion und
damit einhergehend der Verlust visuell evozierter Reaktionen werden als synonym mit dem
Verlust der Reizwahrnehmung angesehen (DALY et al. 1988; KESTIN et al. 1991).
Gegenwärtig werden marktfähige Regenbogenforellen in deutschen Fischzuchtbetrieben
21
Literaturübersicht
___________________________________________________________________________
durch Perkussion („Abschlagen“) betäubt, anschließend erfolgt das Entbluten und Ausnehmen
(BOHL et al. 1999). Weitere Betäubungsverfahren, die in anderen Ländern der Europäischen
Union angewandt werden, sind z.B. die CO2-Betäubung oder das Einsetzen der Fische in
Eiswasser (ROTH et al. 2002; LINES u. KESTIN 2005).
Die zahlreichen Methoden zur Betäubung und Tötung von Fischen können in zwei Kategorien
eingeteilt werden. Dieses sind zum einen Methoden, die zu einem langsamen Verlust der
Reizempfindlichkeit führen und somit als nicht tierschutzgerecht gelten. Dazu zählen die in
Norwegen und England vor dem Ausbluten und dem Ausnehmen angewandte Betäubung
mittels CO2-Narkose und die Immobilisierung in Eisschlamm beim Atlantischen Lachs
(Salmo salar) und bei der Regenbogenforelle (Oncorhynchus mykiss); hinsichtlich Qualität
und Wohl der Fische verursachen diese Methoden Bedenken. Die CO2-Narkose führt zu
akutem Stress und Fluchtreaktionen der Fische (ROBB 2002) sowie zum frühen Einsetzen der
Leichenstarre und Erweichung der Muskelstruktur (ROTH et al. 2002). Man kann davon
ausgehen, dass die CO2-Narkose nicht zum Verlust der Reizempfindlichkeit führt und
Schmerzen während der Schlachtung erzeugt (KESTIN et al. 1995; ROBB et al. 2000). Bei
Lachsen und Forellen wird häufig Lebendkühlung als Betäubungsmethode angewandt
(SKJERVOLD et al. 2001). Die Tiere werden vor der Betäubung auf 1°C gekühlt, mit dem
Ziel, die Fische vor der Schlachtung zu sedieren, um so die Fleischqualität zu bewahren. Oft
wird diese Methode kombiniert mit einer CO2-Narkose. Anhand von VER-Untersuchungen
konnte gezeigt werden, dass die Zeit bis zum Verlust der Reizempfindlichkeit durch den
Abfall der Temperatur herausgezögert wird (KESTIN et al. 1995). Daher gilt diese Methode
aus ethischen Gründen als nicht geeignet für die Schlachtung von Fischen. Weitere als nicht
tierschutzgerecht geltende Methoden sind die Verwendung eines sauerstofffreien Bads, der
Einsatz
von
Betäubungsmitteln
Beruhigungsmittel,
wie
z.B.
(auf
Nelkenöl),
Eugenolen
Salz-
oder
beruhende
Betäubungs-
Ammoniakbädern
sowie
bzw.
die
Elektroimmobilisierung bzw. Elektrofischerei (ROBB 2002). Diese Methoden führen nicht zu
einem sofortigen Verlust der Reizempfindlichkeit, so dass die Tiere einer maximalen
Stresssituation ausgesetzt sind. Sie zeigen heftige Aversionen und Fluchtversuche. Es kann abhängig von der Methode - bis zu vierzig Minuten dauern, bis die Tiere ihre Empfindlichkeit
gegenüber Reizen verlieren. Bei einigen Methoden kommt es nur zu einer Immobilisierung,
nicht aber zu einem Verlust der Reizempfindlichkeit. Dies entspricht nicht den
Anforderungen des Tierschutzes und übt sich zudem schlecht auf die Schlachtkörperqualität
aus (ROBB 2002). Milchsäure wird verstärkt gebildet, der pH im Filet fällt schnell ab, die
Leichenstarre tritt früh ein.
22
Literaturübersicht
___________________________________________________________________________
Zu den Methoden, die als tierschutzgerecht gelten, zählen neben der Elektrobetäubung die
Betäubung durch Perkussion, der hydraulische Schock, der Bolzenschuss sowie das
Erschießen (ROBB 2002). Diese Methoden sind nicht für alle Fischarten anwendbar. So kann
der Bolzenschuss z.B. nur bei großen Fischen wie Thunfischen angewandt werden. Einige
Methoden weisen Unsicherheiten auf. So besteht bei der Verwendung des hydraulischen
Schocks die Gefahr, dass es bei zu weiter Entfernung vom Explosionsherd nur zur
Behinderung, aber nicht zum Verlust der Reizempfindlichkeit sowie bei zu großer Nähe zum
Explosionsherd zu Blutungen und Verletzungen kommt. Das Abschlagen der Fische führt bei
richtiger Anwendung sofort zur Bewegungslosigkeit und zum Verlust visuell erzeugter
Reaktionen im Elektroenzephalogramm. Unter dieser schnell wirkenden, effektiven
Betäubung haben die Fische eine nur geringe Stressbelastung zu ertragen. Wird der Schlag
jedoch mit zu geringer Kraft oder falsch platziert ausgeführt, wird keine sofortige
Unempfindlichkeit erreicht und der Fisch erheblich verletzt. Dies ist wiederum mit einer
hohen Belastung der Fische verbunden (KESTIN et al. 1995). In Tabelle 1 und 2 nach Robb
und Kestin (ROBB 2002) sind langsam und schnell wirkende Betäubungsmethoden mit ihren
Vor- und Nachteilen dargestellt.
Tabelle 1: Betäubungsmethoden, die als nicht tierschutzgerecht gelten
Tötungsart
Beschreibung
Vorteile
Nachteile
Ersticken
Haltung der Fische
außerhalb des Wassers;
Gasaustausch sinkt ab;
Kiemenlamellen fallen
zusammen
- wenig zeitintensiv
- kostengünstig
- große Fischmengen
- keine Rückstände
- akzeptable Schlachtkörperbeschaffenheit
hinsichtlich Blutungen
Ersticken in Eis
Ersticken in EiswasserSchlamm, aus dem nach
10 Minuten das Wasser
abgelassen wird
- wenig zeitintensiv
- kostengünstig
- große Fischmengen
- keine Rückstände
- gute Schlachtkörperbeschaffenheit
Ausbluten
Teilweise ohne vorherige
Betäubung;
Herausschneiden oder
Herausziehen der Kiemen;
Zurück im Wasser bluten
die Fische aus
- kostengünstig
- keine Rückstände
- gute Schlachtkörperbeschaffenheit
- langsam
- Stress, Aversionen
- Schlachtkörperqualität
beeinträchtigt durch:
Anstieg v. Milchsäure,
hoher ATP-Verbrauch,
rascher pH-Abfall, früher
rigor mortis
- bei temperierten Fischen
noch späterer Verlust der
Gehirnaktion als beim
Töten an Luft
- Stress
- Empfindungslosigkeit
gegenüber Reizen
reversibel  Tod erst
durch Filetieren
- Anstieg v. Milchsäure
- langsam
- Stress, Aversionen
- zeitaufwendig
23
Literaturübersicht
___________________________________________________________________________
Fortführung Tabelle 1
Tötungsart
Beschreibung
Vorteile
Nachteile
Ausnehmen
Teilentnahme (GIT oder
GIT u. Leber) oder alle
Eingeweide;
Tod durch Ausbluten und
Ersticken
Nur bei Aalen
Vollständige Abtrennung
vom Kopf
Lebensmittelechte BM o.
Beruhigungsmittel
(beruhen i.d.R. auf
Eugenolen, z.B. Nelkenöl)
bis zum Verlust der
motorischen Fähigkeit
oder des
Reaktionsvermögens
- kostengünstig
- gute Schlachtkörperbeschaffenheit
(vermutlich)
- langsam
- Stress
- zeitaufwendig
- kostengünstig
Besonders in Norwegen;
CO2 hochlöslich in H2O;
im Meerwasser führt CO2
zum Abfall des pH (bis
4,5), bis H2O mit Gas
gesättigt; Tiere verbleiben
4,5 Minuten bzw. bis zur
Bewegungslosigkeit
(Lachs: 6 Min.; Aal: 1,3
Std.)
Entfernung des O2 durch
Einführen eines inerten
Gases (z.B. Stickstoff oder
Argon); (Entgasung)
- wenig arbeitsintensiv
- große Mengen möglich
- keine Rückstände
- gute Schlachtkörperbeschaffenheit
- langsam
- Stress, Aversionen
- zeitaufwendig
- Verlust Empfindungsvermögen oder nur
sediert??
- negative GeschmacksBeeinflussung??
-Zulassungsproblematik in
Deutschland
- Entsorgungsproblematik
des Betäubungswassers
- Kosten??
- Rückstände??
- langsam
- Aversionen
- Bewegungslosigkeit vor
dem Verlust des
Empfindungsvermögen
gegenüber Reizen 
Ausnehmen erfolgt bei
voller Reizempfindlichkeit
Enthauptung
Betäubungsmittel
(BM)
CO2-Narkose
O2-freies Wasserbad
- wenig arbeitsintensiv
- große Mengen möglich
- keine Aversionen
- keine körperliche
Aktivität
- gute Schlachtkörperbeschaffenheit
- wenig arbeitsintensiv
- große Mengen möglich
- keine Rückstände
Salz-Ammoniakbad
Bad mit Trockensalz oder
Ammoniak; Lösung des
Schleims und
Bewegungslosigkeit,
Verarbeitung
Elektroimmobilisation
Durch Wechselstrom über
einige Min., niedrige
Spannung 
Immobilisation
Elektrofischerei
Pulsierender Gleichstrom; - große Mengen möglich
Anziehen und Elektro- keine Rückstände
Immobilisation, treiben an
Oberfläche, Abfischen
- wenig arbeitsintensiv
- wenig zeitintensiv
- große Mengen möglich
- keine Rückstände
24
- schwierig, genug O2 dem
Wasser zu entziehen, dass
Fische ihr
Empfindungsvermögen
verlieren und den O2freien Zustand beizubehalten (durch Bewegung
der Fische löst sich O2 aus
der Atmosphäre im
Wasser)
- Aversionen
- langsam (>30 Min.)
- Aversionen
- Verdacht: Bewegungslosigkeit nur durch
Erschöpfung
- verboten (D., 1999)
- vollstdg. Erschöpfung in
Muskulatur
- kein Empfindungsverlust
- früher rigor mortis
- Empfindungsverlust??
- Leiden
- Wirbelsäulenbrüche
- Blutungen
Literaturübersicht
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Tabelle 2: Betäubungsmethoden, die als tierschutzgerecht gelten
Tötungsart
Perkussion
Beschreibung
Vorteile
Nachteile
Lachsindustrie, Angler,
kommerzielle Fischer;
Fische müssen aus dem
Wasser geholt und ruhig
gestellt werden, um den
Schlag zielgerecht
ausführen
zu können
- gute Schlachtkörperbeschaffenheit
- bei ordnungsgemäßer
Durchführung sofortiger
Verlust der
Reizempfindlichkeit
- keine Rückstände
Hydraulischer
Schock
Schockwelle (durch einen
Sprengkörper) im Wasser,
die zur Betäubung führt
- große Mengen möglich
- wenig arbeitsintensiv
- wenig zeitintensiv
- keine Rückstände
Bolzenschuss
Bolzenschussmethode mit - gute Schlachtkörperanschließender
beschaffenheit
Durchbohrung des
Rückenmarks mittels einer
Stange oder eines Drahts;
dadurch Zerstörung des
oberen Teils des
Rückenmarks  keine
weiteren Bewegungen und
Windungen des Fischs
Erschießen
Große Thunfische; Fische
werden an Fischerhaken
an die Wasseroberfläche
geholt und mit einem
Kopfschuss mit einer
Flinte Kaliber 12 oder
Magnum 357 getötet
- wenn nicht
ordnungsgemäß durchgeführt: Verletzungen,
kein sofortiger Verlust der
Reizempfindlichkeit
- arbeitsintensiv
- zeitintensiv
- nicht für größere
Fischmengen geeignet
- in Nähe des
Explosionsherdes:
Beschädigung
Schlachtkörper;
Blutungen
- außerhalb der Reichweite
der Schockwelle:
Behinderung und
Verletzungen, kein
EmpfindungsVerlust
- wenn ordnungsgemäß:
schnelle Bewegungslosigkeit und schneller
Verlust VER
(Hilfe:Pinealorgan als
anatom. Marker; aber:
Gehirn klein, Bewegung
des Fischs erschweren
Genauigkeit) - wenn nicht
ordnungsgemäß: Behinderung, Verletzungen,
kein Verlust der
Reizempfindlichkeit
- zeitintensiv
- arbeitsintensiv
- wenn nicht
ordnungsgemäß:
Behinderung,
Verletzungen
- durch Knall des Schusses
Stress, Fluchtversuch
- arbeitsintensiv
- zeitintensiv
- Blutungen
- vermehrte Laktatbildung
(Starrkrämpfe)
- Stromanschluss
erforderlich
Elektrobetäubung
- wenig arbeitsintensiv
- wenig zeitintensiv
- große Mengen möglich
- sofortiger Verlust der
Reizempfindlichkeit- bei
richtiger Stromanwendung
25
Literaturübersicht
___________________________________________________________________________
2.6
Erkenntnisse über die Elektrobetäubung
Elektrobetäubung wird seit Jahren als mögliche Betäubungsmethode für Fische untersucht
(AZAM et al. 1989). Wichtige Parameter hinsichtlich des Betäubungserfolges sind
Stromstärke, Dauer des Stromflusses, Stromspannung, Frequenz und Stromart (LINES et al.
2003). Bei adäquater Einstellung der Parameter sterben die betäubten Fische, bevor sie eine
Empfindlichkeit für Reize wiedererlangen (ROBB et al. 2002). Somit werden den Tieren
keine Schmerzen oder Leiden während des Schlachtprozesses zugefügt. Um eine
ausreichende Dauer der Unempfindlichkeit gegenüber Reizen zu erreichen, werden laut van
de Vis und Mitarbeitern sowohl hohe Stromstärken als auch lange Einwirkzeiten des
Stromflusses benötigt (VAN DE VIS et al. 2001). Ist die Stromstärke ausreichend hoch
gewählt, verlieren die Fische ihre Bewegungsfähigkeit und die Reaktivität auf Lichtblitze
sofort (KESTIN et al. 1995; ROBB 2003). Bei nicht ausreichend hohen Spannungsgradienten
sind die Fische während des Stromflusses immobilisiert, zeigen jedoch im Anschluss an die
Betäubung starke Abwehrreaktionen (KESTIN et al. 1995). Die Dauer der Unempfindlichkeit
korreliert mit der Dauer des Stromflusses – ein länger anhaltender Stromfluss führt zu einer
länger anhaltenden Unempfindlichkeit gegenüber Reizen (LINES u. KESTIN 2005), wobei es
zu individuellen Variationen kommen kann (LINES et al. 2003). Zwar reicht bereits ein
Stromfluss von einer Sekunde aus, um die Fische in einen Zustand der Unempfindlichkeit zu
versetzen. Dies führt jedoch nicht zu einer permanenten Empfindungslosigkeit gegenüber
Reizen, innerhalb derer die Forellen versterben (LINES et al. 2003). Eine schnelle und
permanente Empfindungslosigkeit wird erst nach einer Betäubungszeit von 60 Sekunden
erreicht (LINES et al. 2003). Eine Betäubung mittels Wechselstrom über nur wenige
Sekunden kann zwar zum Ausbleiben von VERs, der Reaktionen auf taktile Reize und der
Augenbewegung führen, es kommt jedoch nach kurzer Zeit wieder zur Erholung der Fische
(ROBB 2003). Diese äußert sich in
Schwimmbewegungen
bis
zur
Form unregelmäßiger Kiemendeckel- und
vollständigen
Erholung
mit
gleichmäßigen
Kiemenbewegungen und koordinierten Schwimmbewegungen (LINES et al. 2003). Die
Elektrobetäubung kann mittels pulsierendem Strom oder mittels Wechselstrom erfolgen. Laut
Robb führt die Verwendung von pulsierendem Strom (d.c. = direct current) nicht zum Verlust
der Reizwahrnehmung, sie kann jedoch zur Immobilisation führen (ROBB 2003).
Unterschiede in der Leitfähigkeit des Wassers führen zu Unterschieden in Spannung und
Stromstärke (LINES u. KESTIN 2004). Die Position des Fisches im Betäubungsbecken sowie
die Größe des Fischs haben weniger Einfluss auf die elektrische Feldstärke im Fisch selbst als
die Leitfähigkeit des Wassers. So treten große Unterschiede bezüglich der Feldstärke auf,
26
Literaturübersicht
___________________________________________________________________________
sobald die Leitfähigkeit des Wassers geringer als 50 µS/cm und höher als 500 µS/cm ist
(LINES u. KESTIN 2004). Bei niedriger Leitfähigkeit ist die elektrische Feldstärke im Fisch
um die Hälfte niedriger als im Wasser selbst. Bei hoher Leitfähigkeit ist die Feldstärke im
Fisch um die Hälfte höher als im Wasser (LINES u. KESTIN 2004).
Die Auswirkung der Elektrobetäubung auf die Filetqualität von Fischen wurde hinsichtlich
unterschiedlicher Merkmale untersucht. Die Muskulatur wird durch den elektrischen Strom
stimuliert, was zu einem pH-Abfall in der Muskulatur und zu einer Beeinträchtigung der
Qualität des Schlachtkörpers führt. Ein rascher pH-Abfall kann zu Veränderungen in der
Farbe der Muskulatur führen. Die Muskulatur wird heller und opak (ROBB 2001). Im
Vergleich zu der Betäubung durch Perkussion konnten bei Forellen nach Elektrobetäubung
höhere Laktat- und leicht niedrigere pH-Werte gemessen werden (POLI et al. 2005). Dies
wirkte sich jedoch nicht weiter auf den Schlachtkörper aus (POLI et al. 2005). Im Vergleich
zur Betäubung mittels CO2 konnten bei den mittels Strom betäubten Forellen ähnliche oder
bessere biochemische Parameter gemessen und eine geringere Ansäuerung der Muskulatur
beobachtet werden (SEBASTIO et al. 1996). Weitere mögliche negative Auswirkungen der
Elektrobetäubung sind Haemorrhagien und Brüche der Wirbelsäule (GREGORY u.
GRANDIN 1999). Dabei führte die Verwendung von Wechselstrom mit einer Frequenz von
50 Hz zu stärkerer Ausbildung von Haemorrhagien und Knochenbrüchen als die Verwendung
von 1000 Hz (GREGORY u. GRANDIN 1999; LINES u. KESTIN 2005). Bei der
Verwendung von 1000 Hz konnten die negativen Auswirkungen auf die Filetqualität
minimiert oder sogar eliminiert werden (LINES et al. 2001); der Vorteil von 50 Hz ist jedoch
die Möglichkeit der direkten Stromnutzung aus dem Hauptversorgungsnetz (LINES u.
KESTIN 2005).
Auch für andere Tierarten liegen Untersuchungen hinsichtlich dieser Problematik vor
(NOWAK 2003). Beim Geflügel führt eine überhöhte Stromstärke in der Regel zu
Knochenbrüchen und Blutungen. Hochfrequenter Strom führt hingegen zu geringerer
Ausbildung von Haemorrhagien (SPENCER 1967). Eine direkte Stromapplikation auf den
Kopf der Fische führt nur in diesem Bereich zu Haemorrhagien und würde so die negativen
Auswirkungen auf die Filetqualität verhindern. Eine derartige Konstruktion wäre jedoch sehr
komplex und kostenintensiv (LINES et al. 2003).
Aale benötigen einen sehr langen und hohen Stromfluss, um eine ausreichend lange
Empfindungslosigkeit zu erreichen (VAN DE VIS et al. 2001). Die Betäubung von Aalen
mittels Strom ist im deutschen Tierschutzgesetz verankert (Tierschutzgesetz § 13 (5) 2.,
Anlage 3, Teil II, 3.11). Für diese Fischart sind Parameter sowohl hinsichtlich der
27
Literaturübersicht
___________________________________________________________________________
Leitfähigkeit des Wassers als auch hinsichtlich Stromstärke und Betäubungszeit geregelt. Für
andere, nicht weiter definierte Fischarten schreibt das Tierschutzgesetz bei Anwendung der
Elektrobetäubung nur eine ausreichende Größe und eine vollständige Bedeckung der
Elektrodenplatten mit Wasser zur Sicherung der gleichmäßigen elektrischen Durchströmung
der Fische vor (Tierschutzgesetz Anlage 3, Teil II, 3.10).
Aufgrund der Möglichkeit, die Fische in ihrer Gruppe im Wasser zu belassen und so auf ein
„Handling“ der Fische verzichten zu können, wird der Zeitraum vor der Schlachtung als
weitgehend stressfrei eingeschätzt (SIGHOLT et al. 1997; PARISI et al. 2001; POLI et al.
2005). Bei adäquater Einstellung der Betäubungsparameter und sicherem und schnellen
Erreichen der Empfindungslosigkeit gegenüber Reizen könnten die Forderungen des
Tierschutzgesetztes erfüllt und die negativen Auswirkungen von Stress auf die
Schlachtkörperqualität vermieden werden.
28
Material und Methoden
___________________________________________________________________________
3 MATERIAL UND METHODEN
3.1 Fische, Haltung, Fütterung
Für
die
Untersuchungen
wurden
Regenbogenforellen
(Oncorhynchus
mykiss)
in
Speisefischgröße (25 bis 33,5 cm, 211,3 bis 570,9 g) verwendet. Die Fische entstammten
kommerziellen Forellenzuchten aus der Umgebung von Hannover. Die Forellen wurden in
Rundstrombecken mit einem Fassungsvermögen von ca. 250 Liter unter ständigem Zustrom
von Leitungswasser gehalten, wodurch eine Wasserströmung erzeugt wurde. Zusätzlich
wurde das Wasser über Sprudelsteine belüftet. In dieser Vorrichtung wurden die Forellen bei
10-15°C bis zu einer Woche gehalten und während dieser Zeit nicht gefüttert.
3.2 Ableitung von EEG-Signalen
3.2.1 Herstellung der Elektroden zur EEG-Ableitung
Als Elektroden zur Ableitung der EEGs wurden Kanülen (Sterican°, 0,90 x 40 mm, 20 G x 1
½“, Gr. 1, Firma Braun) verwendet. Versilberter Kupferdraht (0,4 mm, Firma Conrad, Nr. 60
55 73) wurde durch die Kanülen geschoben und am Konusende mit abgeschirmtem
Elektrokabel (Firma Conrad, Nr. 100136) verlötet. Konus und Kabel wurden zusätzlich
mittels eines Epoxidklebers (Epoxy-Kleber, Firma Conrad, Nr. 81 33 37) fixiert. Dadurch
wurde auch der Konus verschlossen und vor Feuchtigkeit geschützt. Die Kanülenspitzen
wurden auf 0,5 cm Länge gekürzt. Durch Einklemmen der Kanüle am Konus wurde der Draht
in der Kanüle fixiert. Die Spitze der gekürzten Kanüle wurde abgerundet. Die so entstandenen
Elektroden (Kanülenspitze samt Konus) wurden zur Isolierung mit einem Isolierlack
überzogen und trocknen gelassen. Nach der Trocknungsphase wurde die Spitze der Kanüle
vom Lacküberzug befreit, um sicher zu stellen, dass der Teil der Elektrode, der innerhalb der
Schädelhöhle platziert werden sollte, elektrischen Strom leitet. Die Leitfähigkeit der
Elektrode und des Kabels wurde mittels eines Multimeters (Voltcraft VC 120, Nr.: 12 16 16)
geprüft. Weiterhin wurde der elektrische Widerstand der Elektroden gemessen, um zu
überprüfen, ob es durch den Lacküberzug tatsächlich zu einer sicheren Isolierung gekommen
war. Dazu wurden die Elektroden in eine Kaliumchloridlösung getaucht und der elektrische
Widerstand mittels eines Multimeters bestimmt.
29
Material und Methoden
___________________________________________________________________________
Das freie Ende des Elektrodenkabels wurde mit einem BNC-Stecker (BNC-Stecker für
RG174; Lötanschluss, Bajonettverschluss) oder einem Bananenstecker (Schraubanschluss, 4
mm) zum Anschluss an den Verstärker oder zur Erdung der Forelle im Wasser verbunden.
3.2.2 Implantation von Elektroden zur EEG-Ableitung
3.2.2.1 Ermittlung der Lokalisation der Elektrodenimplantation
Zur Ableitung visuell evozierter Potentiale mussten Elektroden oberhalb des Tectum opticum
und des Cerebellum in den Schädel der Forelle implantiert werden. Zur genauen Lokalisation
dieser Gehirnregionen wurden Schädel, Schädelhöhle, die Schädeldecke samt Haut und
Meningen sowie das Gehirn vermessen. Dieses bildete die Grundlage zur Festlegung der
Bohrpunkte sowie der Bohrtiefe für die Implantation der Elektroden (s. Tabelle 13 Ergebnisse). Dabei musste sehr vorsichtig vorgegangen werden, um nicht das Gehirn zu
beschädigen. Andererseits musste die Bohrung tief genug erfolgen, um einen Kontakt zu der
Gehirnoberfläche zu gewährleisten. Die Messpunkte Maul - Tectum opticum und Maul Cerebellum ermöglichten die Feststellung der genauen Lage des Gehirns im Schädel von
Forellen mit Speisefischgröße. Zur Eingrenzung des Operationsfeldes wurden auf dem Kopf
der Forelle eine rostrale und eine kaudale Schnittgrenze festgelegt. Die rostrale Grenze lag
unmittelbar kaudal der Augen, die kaudale Grenze ungefähr auf Höhe des Übergangs vom
harten Schädel zum weichen Körper der Forelle. (s. Abb. 1 und 2).
30
Material und Methoden
___________________________________________________________________________
F
2
D
1
E
G
2
C
A
B
B
D
C1
C2
A
Abb. 1
Abb. 2
Abb. 1: Schädel einer Regenbogenforelle in der Ansicht von dorsal; die eingezeichneten Linien zeigen die
craniale und caudale Schnittgrenze des Operationsfeldes; Strecke A-B: Abstand Maul – Tectum opticum; Strecke
A-C: Abstand Maul – Cerebellum; Strecke D-E: Breite Tectum opticum; Strecke F-G: Breite Cerebellum;
Bohrpunkt für das Cerebellum 1 ; Bohrpunkt für das Tectum opticum 2
Abb. 2: Offen dargelegte Schädelhöhle einer Regenbogenforelle; A: Bohrtiefe; B: Schädelhöhle; C1/C2: Tectum
opticum; D: Cerebellum
3.2.2.2 Implantation der Elektroden
Narkose
Zur Implantation der Elektroden wurden die Forellen mittels MS 222 bis zum Verlust des
Gleichgewichtssinnes und des Augendrehreflexes narkotisiert. Dann wurden die Forelle in
einer selbstgebauten Narkoseanlage (Abb. 3) in Narkose gehalten. Dazu wurden sie in eine
Halterung aus Polystyrol mit der Dorsalseite nach oben fixiert. Ein Polyethylenschlauch
wurde in das Maul der Fische geführt. Mittels einer Pumpe wurde Wasser, versetzt mit MS
222, durch den Schlauch über die Kiemen gespült. Das Wasser wurde in einer Schale
gesammelt und der Pumpe wieder zugeführt. Während der Implantation wurde zudem die
Haut der Forellen befeuchtet.
31
Material und Methoden
___________________________________________________________________________
Halterung
Schale
Pumpe
Abb. 3: Narkosevorrichtung für die Implantation der Elektroden
Präparation des Operationsfeldes
Während der Operation wurden die Augen der Forelle mit einem feuchten Tuch abgedeckt
und der Körper feucht gehalten. Im Bereich des festgelegten Operationsfeldes (Abb. 1) wurde
die Haut von der Schädeldecke mit einem Skalpell entfernt. Verbliebene Hautbestandteile
wurden vollständig mit einem Skalpell abgeschabt, um eine saubere und trockene Fläche zu
schaffen. Aufkommende Blutungen wurden mit Wattestäbchen oder mit einem Thermokauter
gestillt und die Fläche zusätzlich trocken geblasen. Schemenhaft ließen sich anschließend die
Gehirnregionen Tectum opticum und Cerebellum durch die Schädeldecke erkennen. Auf Höhe
des Tectum opticum wies die Schädeldecke jeweils in Form dieser Gehirnregion eine
kräftigere Färbung des Knorpelbereichs auf.
Implantation und Fixierung der Elektroden
Durch vollständige Durchbohrung (Bohrer Proxxon Minimot 40IE) des Schädelknorpels auf
jeder Seite oberhalb des Tectum opticum sowie einmal oberhalb des Cerebellum wurden
Bohrlöcher zur Aufnahme der Elektroden geschaffen (s. Abb. 1). Die Elektroden wurden
während der Implantation und der weiteren Messungen an ihren Kabeln an einem Stativ
hängend in Position gehalten. Die Elektroden wurden in die Bohrlöcher 0,5 cm weit
eingeführt und mit einem Mehrkomponentenkleber („Gluma Comfort Bond“, Firma M+W
Dental GmbH, Büdingen) auf dem Kopf der Forelle fixiert. Für diesen Kleber war eine
32
Material und Methoden
___________________________________________________________________________
trockene Oberfläche wichtig, damit eine feste Verbindung mit der Schädeldecke hergestellt
werden konnte. Bereits geringgradige Feuchtigkeit der Schädeldecke verhinderte diese
Verbindung, so dass sich der Klebstoff wieder löste.
Der Klebstoff bestand aus insgesamt drei Komponenten. Die ersten beiden Komponenten
waren „Gluma Etch 20 Gel“ zur Ätzung des Knochens (20%ige Phosphorsäure) und „Gluma
Comfort Bond“ (Haftvermittler), ein lichthärtender Einkomponenten-Haftvermittler für
Schmelz und Dentin. Diese Komponente bestand aus dem hydrophilen Monomer 4-META
mit der Fähigkeit, sowohl das organische Kollagen zu benetzen als auch an den Knochen
chemisch zu binden. Die dritte Komponente war „Charisma“, ein lichthärtendes
Kunststoffgemisch für die Füllungstherapie und die Inlaytechnik im Dentalbereich. Der
Klebstoff wurde bei den Forellen folgendermaßen angewandt: Nach Entfernung der Haut und
Trockenlegung des Operationsfeldes wurde zunächst das „Gluma Etch 20 Gel“ auf die
Schädeldecke aufgetragen und nach 20 Sekunden gründlich mit Wasser entfernt. Die
Schädeldecke wurde anschließend luftgetrocknet und der Dentin-Haftvermittler „Gluma
Comfort Bond“ dreifach aufgetragen. Nach 15 Sekunden Einwirkzeit wurde der
Haftvermittler luftgetrocknet und 20 Sekunden mit UV-Licht (Super Lit 75, M+W Dental,
Halogen-Polymerisationsgerät) gehärtet. Anschließend wurden die Löcher zur Aufnahme der
Elektroden an den entsprechenden Stellen in die Schädeldecke gebohrt. Nach Bohrung und
Implantierung der Elektroden wurde die dritte Komponente des Klebers auf die Schädeldecke
gegeben. Dazu wurde „Charisma“ mit einem Tropfen „Gluma Comfort Bond“ vermischt,
erweicht und um die Elektroden herum auf die Schädeldecke gegeben. Nach Ausrichten der
Elektroden wurde der Kleber zweimal 20 Sekunden mit UV-Licht gehärtet. Während der
Anwendung des UV-Lichts war es wichtig, die Augen der Forelle bedeckt zu halten, um die
Sehkraft nicht zu beeinträchtigen.
3.2.3 Ableiten von EEG-Signalen
Nach Implantation der Elektroden wurden die Forellen in ein 133 L fassendes
Beobachtungsbecken aus Polyethylen umgesetzt, in dem später auch die Elektrobetäubung
vorgenommen wurde (s. Abbildung 4). Es besaß zur Beobachtung der Forellen ein
Sichtfenster aus Acrylglas. Um ein Herausreißen der Elektroden durch Schwimm- oder
Abwehrbewegungen der Forellen zu verhindern, wurden die Forellen fixiert. Dies geschah in
einem Kunststoffbecken, in dem seitlich, in Längsrichtung und nach oben Begrenzungen
33
Material und Methoden
___________________________________________________________________________
flexibel angebracht werden konnten, die der Forelle ein Stehen im Wasser, aber keine
Schwimmbewegungen ermöglichten. Um einen möglichst ungehinderten Stromfluss zu
gewährleisten, waren Boden und Seiten des Beckens mit großlöchrigen Kunststoffgittern
versehen (nicht in Abb. 4 abgebildet). Die Forellen mit den implantierten Elektroden wurden
noch unter Betäubung in diesem Becken fixiert und anschließend in das Polyethylenbecken
eingesetzt.
+
-
Plattenelektrode
Differenzverstärker
VER
Oszilloskop
e.g. AC
z.B.
(50Hz, 60s,
50V, 0,27A)
trigger
Pulsgenerator
Transformator
Stroboskop
Abb. 4: Vorrichtung zur Ableitung von EEG-Signalen
Anschließend
wurden
die
Elektroden
mit
der
Apparatur
zur
Aufnahme
der
Elektroencephalogramme verbunden. Die Elektrode über der rechten Seite des Tectum
opticum diente zur Aufnahme von visuell evozierten Reaktionen (VER) als Antwort auf
Lichtblitze, die auf der linken Körperseite der Fische generiert wurden (Aufnahmeelektrode).
Die
Elektrode
über
dem
Cerebellum
diente
zur
Aufnahme
von
(Referenzelektrode). Diese wurden mit den Signalen abgeglichen,
Störsignalen
die von der
Aufnahmeelektrode mit aufgenommen wurden. Die Elektrode über der linken Seite des
Tectum opticum diente zur Erdung der Forelle (Erdungselektrode).
Zur Registrierung von EEGs wurden Aufnahme- und Referenzelektrode mit einem Verstärker
verbunden. Zum Einsatz kam ein Differential-Amplifier WPI (World Precision Instrument
DAM 50). Der Differenzverstärker ermöglichte einen Abgleich der von Referenz- und
Aufnahmeelektrode aufgezeichneten Signale. Somit ließen sich Störsignale größtenteils
34
Material und Methoden
___________________________________________________________________________
eliminieren und das Nutzsignal hervorheben und verstärken (s. Abb. 4). Zur weiteren
Eliminierung von Störsignalen wurde ein Filter (Ithaco 4213, Electronic Filter) eingesetzt. Die
Erdungselektrode wurde mit dem Erdungskabel verbunden.
Das im Differenzverstärker amplifizierte Signal wurde mit Hilfe eines Oszilloskops
dargestellt. Bei der Tätigkeit des Gehirns kommt es zu elektrischen Spannungswechseln. Ein
Elektroencephalograph misst diese bioelektrischen Potenzialschwankungen im Gehirn, und
diese werden auf dem Bildschirm eines Oszilloskops (hier: Hitachi Digital VC 7504)
abgebildet. Es gibt eine typische EEG-Aktivität des Wachzustands. Davon unterscheiden sich
die z.B. durch Lichtblitze hervorgerufenen Aktivitäten des Gehirns, die sich in Form eines
Ausschlags zeigen. Diese Potenzialschwankungen können verstärkt (s. Differenzverstärker)
und gemessen werden. Veränderungen, die über mehrere Erfassungsperioden andauern, wie
es hier der Fall war, wurden im Average-Mode aufgezeichnet. Dabei werden mehrere
Signalverläufe punktweise gemittelt. Somit ist eine Störunterdrückung bei Vorliegen eines
periodischen Nutzanteils und überlagertem Rauschen möglich. Das Oszilloskop wurde
sowohl mit dem Pulsgenerator zur Erzeugung von Lichtblitzen als auch mit dem Filter und
dem Differenzverstärker verbunden.
3.2.3.1 Erzeugung von Lichtblitzen
Lichtblitze zur Induktion von VERs wurden mit Hilfe eines Stroboskops (Super Strobe
Model) erzeugt. Die Frequenz der Lichtblitze wurde durch einen Pulsgenerator bestimmt, der
mit dem Stroboskop verbunden wurde. Mit dem Pulsgenerator (HSE Stimulator P) wurden
Impulse mit einem Grundrhythmus von 7x100 ms bei faradischer Reizart und monophasischer
Impulsform erzeugt. Der Pulsgenerator wurde mit dem Oszilloskop verbunden, so dass auf
dem Bildschirm des Oszilloskops die jeweiligen Lichtblitze abgebildet wurden und Reize mit
den Ausschlägen in den EEGs verglichen werden konnten.
Zur Vermeidung von Störungen wurden die Versuche in einem abgeschirmten Raum
durchgeführt, dessen Fenster mit lichtundurchlässiger Folie abgedunkelt waren. Zudem
wurden alle elektrischen Geräte, die nicht für diesen Versuch gebraucht wurden, zur
Vermeidung elektrischer Störungen aus dem Raum entfernt.
35
Material und Methoden
___________________________________________________________________________
3.2.3.2 Ableiten des Signals
Nach dem Einsetzen der Forelle in das Beobachtungsbecken wurden Aufnahme- und
Referenzelektrode mit dem Differenzverstärker und die Erdungselektrode mit der Erde
verbunden. Anschließend wurden Oszilloskop samt Verstärker und Filter angeschaltet und das
Stroboskop durch das Anschalten des Pulsgenerators aktiviert. Es wurde gewartet, bis die
Forelle wieder vollständig aus der Narkose erwacht war, also deutliche Atmung und
Augenbewegung zeigte. Dann wurde das Licht im Raum ausgeschaltet und durch die
Lichtblitze erzeugte VERs registriert. Konnte ein VER erzeugt werden, kam es im EEG
unmittelbar nach den Lichtblitzen zu einem deutlichen Ausschlag. So wurde vor dem Einsatz
von Forellen in die Betäubungsversuche jeweils durch Registrierung von Ausschlägen
(VERs) im EEG geprüft, ob die Individuen zur Reizwahrnehmung befähigt waren. War dies
wiederholt der Fall, konnte die Forelle mit den jeweils festgesetzten Parametern betäubt
werden. Aufzeichnungen solcher EEGs wurden ausgedruckt.
3.3.
Elektrobetäubung
3.3.1. Apparativer Aufbau der Elektrobetäubung
Die
Versuche
zur
Elektrobetäubung
erfolgten
in
dem
oben
beschriebenen
Beobachtungsbecken. Die für die Betäubung notwendige elektrische Stromqualität lieferten
Transformatoren zur Erzeugung von Wechselstrom und von Gleichstrom. Der Transformator
zur Erzeugung von Wechselstrom ließ folgende Einstellungen zu: Frequenz 0-1000 Hz,
Spannung 0-50 V und Betäubungszeit 0-5 Minuten. Unter Betäubungszeit wird die Zeit
verstanden, während der der Betäubungsstrom fließt. Die Stromstärke (A) und die
Stromdichte (A/dm²) ergaben sich aus den jeweils gewählten Einstellungen, bis maximal 4
Ampere. Der Transformator zur Betäubung mit Gleichstrom lieferte Strom mit der Spannung
von 0 bis 75 V sowie eine Dauer der Stromeinwirkung von 0 bis 999 Sekunden. Die
maximale Stromstärke des Gerätes lag bei 5 Ampere. Beide Geräte wurden von den
technischen Diensten des Niedersächsischen Landesamtes für Verbraucherschutz und
Lebensmittelsicherheit (Laves, Oldenburg, Dienstort Hannover) gebaut und zur Verfügung
gestellt.
Zur Anwendung der Elektrobetäubung wurden mit der Stromquelle verbundene
Elektrodenplatten in das Becken eingehängt. Die Elektrodenplatten bestanden aus Edelstahl.
36
Material und Methoden
___________________________________________________________________________
Sie wurden an der Kopf-Schwanz-Seite, ober- und unterhalb sowie seitlich der Forellen
positioniert. Elektrodenplatten in der Position Kopf/Schwanz hatten eine Fläche von 2,72 dm²,
Platten in der Position oben/unten eine Fläche von 22,33 dm² und in der Position seitlich eine
Fläche von 5,06 dm². In der Versuchsreihe Betäubung mit Wechselstrom wurde Strom in der
Frequenz 50, 100 und 1000 Hz sowie über
30 und 60 Sekunden verwendet. Für jede
Einstellung wurden Forellen mit den Plattenpositionen Kopf/Schwanz, oben/unten und
seitlich betäubt. Für die Betäubung mit Gleichstrom wurde eine Betäubungszeit von 30, 60
und 120 Sek. mit den oben beschriebenen Plattenpositionen verwendet. Bei allen Versuchen,
sowohl bei der Verwendung von Wechselstrom als auch bei der Verwendung von
Gleichstrom, betrug die Gerätespannung 50 V. Die Höhe der Stromstärke (Ampere) bzw. der
Stromdichte (A/dm²) änderte sich entsprechend der Einstellung. Sie lag zwischen 0,056 und
0,253 A/dm².
3.3.2. Durchführung der Elektrobetäubung
Nachdem die Forellen in das Beobachtungs- bzw. Betäubungsbecken eingesetzt und fixiert
worden waren, wurden sie unter den oben beschriebenen Parametern betäubt. Vor, während
und nach der Betäubung wurden die Forellen beobachtet, gefilmt und fotografiert, um die
Reaktionen auf die Betäubung zu beobachten und die Auswirkungen der Elektrobetäubung zu
untersuchen. Folgende Verhaltensmerkmale wurden beobachtet: Auftreten von deutlichen
Atembewegungen,
Kiemendeckelzittern,
vorhandener
oder
Körperzittern,
wieder
eintretender
Flossenzittern,
Augendrehreflex,
Schnappatmung
und
Muskelkontraktionen.
3.4.
Ableiten von EEG-Signalen nach der Elektrobetäubung
Von einigen Forellen, die bei unterschiedlichen Parametern betäubt wurden, wurden nach
Einwirken des elektrischen Stroms EEGs abgenommen (s. oben - Ableiten von EEGSignalen). Bei allen Forellen war zuvor im wachen Zustand geprüft worden, ob sie auf
Lichtblitze mit deutlich erkennbaren VERs reagierten. Vor der Elektrobetäubung wurde der
Differenzverstärker ausgeschaltet und seine Verbindungsstecker zu Forelle und Oszilloskop
gezogen. Anschließend wurden die Elektrodenplatten mit dem Transformator verbunden, so
dass Strom fließen konnte. Nach erfolgter Betäubung wurden die Elektrodenplatten geerdet
37
Material und Methoden
___________________________________________________________________________
und die Elektroden der Forelle mit dem Oszilloskop und dem Differenzverstärker verbunden,
um so schnell wie möglich das erste EEG abnehmen zu können. Bei der Betäubung wurden
die Forellen gefilmt. Der Film wurde jeweils unterbrochen, um EEGs aufzunehmen. Dafür
musste das Licht ausgeschaltet werden, um die Wirkung der Lichtblitze zu maximieren. Etwa
30 Sekunden nach der Elektrobetäubung konnte das erste EEG registriert werden. Dies
geschah über ca. 1-2 Minuten im dunklen Raum mit eingeschaltetem Stroboskop.
Anschließend wurden die Forellen für ca. 30-60 Sekunden gefilmt. Weiteres Registrieren von
EEGs erfolgte im Wechsel mit dem Filmen der Forellen. Insgesamt wurden die Forellen nach
der Betäubung über 10 Minuten beobachtet und EEGs registriert. Im Zustand der Betäubung
versterben Forellen innerhalb von 10 Minuten.
3.5.
Bestimmung der Wasserbeschaffenheit
Folgende
Wasserparameter
wurden
während
der
Betäubungsversuche
in
dem
Beobachtungsbecken bestimmt: Leitfähigkeit, Temperatur und Sauerstoff wurden mittels
einer Messsonde (WTW Multi 340i, Weilheim), Karbonat- und Gesamthärte mit Testkits
(Merck, Darmstadt) – entsprechend der Angaben des Herstellers – gemessen.
3.6.
Betäubung durch Perkussion
Als Vergleichsgruppe wurden 10 Forellen mittels Perkussion betäubt. Dazu wurden Fische
eingefangen und mit einem scharfen Schlag eines ca. 2 cm starken Holzstabes auf das
Cranium versehen. Auch bei diesen Fischen wurden Verhaltensreaktionen im Anschluss über
10 Minuten registriert. Die Abnahme eines EEGs war nicht möglich.
3.7.
Klinisch-chemische Untersuchung von Blutparametern
Von Forellen, die durch Perkussion oder mit elektrischem Strom betäubt wurden, wurde aus
der Kaudalvene Blut in eine Spritze mit Li-Heparin (Sarstedt Li-Heparin LH/1.3) entnommen.
Mit dem Blut wurde ein Mikrohämatokritröhrchen (Brand, Wertheim) befüllt und der
Hämatokrit bestimmt. Es wurde die Mikrohämatokrittechnik angewandt. Dazu wurde das Blut
als Doppelbestimmung in einer Mikrozentrifuge (Fa. Heraeus, Hanau) 5 Minuten bei 1300
38
Material und Methoden
___________________________________________________________________________
U/min zentrifugiert. Danach wurde der Hämatokritwert abgelesen und in Prozent angegeben.
Das restliche Blut wurde in ein Zentrifugenröhrchen überführt, bei 906 g 5 min zentrifugiert,
das überstehende Plasma abgenommen und bei -80°C aufbewahrt. Im Plasma wurde der
Cortisolspiegel
mittels
Hochdruck-Flüssigkeits-Chromatographie
(HPLC)
in
einem
kommerziellen Labor (Labor für Stress-Monitoring, Göttingen) bestimmt, sowie die Laktat-,
Natrium- und Kaliumgehalte gemessen. Dies erfolgte in der Klinik für Rinder, Stiftung
Tierärztliche Hochschule Hannover.
3.8.
Schlachtkörperuntersuchung und pH-Wert im Fleisch
Alle Forellen wurden nach der Betäubung auf das Auftreten von Strommarken hin untersucht.
Die unterschiedlich geformten Strommarken wurden anhand eines Bewertungsschemas
ausgewertet. Kurze Strommarken über nur wenige Zentimeter wurden mit 1, die bis zur
Seitenlinie reichenden Strommarken mit 2 und die bis zum Bauch ziehenden Strommarken
mit 3 kategorisiert. Schließlich wurde die entsprechende Zahl mit der Anzahl der jeweiligen
Art der Strommarken multipliziert und alle Zahlen addiert. Dies ergab die Stärke der
Strommarkenausbildung pro Fisch. Weiterhin wurde der Schlachtkörper zerlegt und das
Auftreten von Wirbelsäulenblutungen, Filetblutungen und Veränderungen der Organe
(Peritoneum sowie die Organe Leber, Milz, Niere, Darm, Fettgewebe und Laich) registriert.
Die Blutungen entlang der Wirbelsäule und die Blutungen im Filet wurden ebenfalls anhand
eines Bewertungsschemas beurteilt. Kleine und blasse Verfärbungen wurden mit 1, bis 0,5 cm
große und intensiver gefärbte Blutungen mit 2 und über 0,5 cm große und stark dunkle
Verfärbungen mit 3 kategorisiert. Schließlich wurde die entsprechende Zahl mit der Anzahl
der jeweiligen Art der Blutung multipliziert und alle Zahlen addiert. Im Zuge der
makroskopischen
Organuntersuchung
konnten
keine
pathologischen
Veränderungen
beobachtet werden. Zudem wurde der pH-Wert im Filet ca. 1 cm unterhalb der Rückenflosse
und 2,5 cm kaudal des Rückenflossenansatzes durch eine Einstich-pH-Sonde (Firma Knick)
ermittelt. Der pH-Wert wurde bei den frischtoten Forellen (pH1) unmittelbar nach Betäubung
und Blutentnahme und nach einem Tag Lagerung bei 4°C (pH2) an der gleichen Lokalisation
gemessen.
39
Material und Methoden
___________________________________________________________________________
3.9.
Röntgenaufnahmen
Nach der Elektrobetäubung wurden von einigen Fischen Röntgenaufnahmen angefertigt, um
eventuell aufgetretene Wirbelsäulenbrüche zu erkennen. Die Aufnahmen erfolgten bei 30 mA,
0,1 s, 60 kV mit einem Film-Fokus-Abstand von 100 cm in der Klinik für Zier- und
Wildvögel.
3.10. Statistische Auswertung
Die Auswertung der Ergebnisse erfolgte mit dem Programm WinStat. Die einzelnen
Parameter wurden auf Normalverteilung geprüft und einer Varianzanalyse – bei nichtnormalverteilten Daten mit dem Test nach Kruskal-Wallis – unterzogen. Dabei wurde ein PWert von <0,05 als Hinweis auf signifikante Unterschiede zwischen Versuchsgruppen
angesehen.
40
Ergebnisse
4
ERGEBNISSE
Es wurden insgesamt 72 Forellen durch Einsatz von pulsierendem Strom, 189 Forellen durch
Einsatz von Wechselstrom und 10 Forellen mittels Perkussion betäubt. Bei der Verwendung
von pulsierendem Strom wurden als Betäubungszeit 30, 60 und 120 Sekunden gewählt. Unter
Betäubungszeit wird die Zeit verstanden, während der der Betäubungsstrom fließt. Die
Elektrodenplatten wurden an der Kopf-Schwanz-Seite, ober- und unterhalb sowie seitlich der
Forelle positioniert. Bei der Verwendung von Wechselstrom wurden als Betäubungszeit 30
und 60 Sekunden und die bereits oben beschriebenen Plattenpositionen verwendet. Zusätzlich
wurden noch verschiedene Frequenzen eingestellt: 50, 100 und 1000 Hz. Bei einigen Forellen
wurden EEGs zur Feststellung des Zustandes der Reizempfindlichkeit abgenommen. Bei den
Betäubungsversuchen, sowohl bei der Elektrobetäubung als auch bei der Betäubung durch
Schlag auf das Cranium, wurde auf unterschiedliche Verhaltensreaktionen geachtet. Weiterhin
wurde Blut von den Forellen entnommen und dieses auf Stressparameter untersucht.
Schließlich wurde der Schlachtkörper untersucht.
4.1 EEG-Abnahme
Sind Forellen, die nach der Elektrobetäubung keine Erholung zeigen, noch in der Lage, Reize
wahrzunehmen? Gibt es Verhaltensmerkmale, die erkennen lassen, ob eine Reizwahrnehmung
gegeben oder nicht mehr gegeben ist? Dies wurde mithilfe von EEGs, die von insgesamt 15
Forellen abgenommen wurden, untersucht.
4.1.1 Lokalisation der Bohrlöcher für die Implantation der Elektroden
Zur Aufnahme von Elektroenzephalogrammen war es nötig, Elektroden im Schädel von
Forellen zu implantieren. Hierfür wurden zunächst die Lokalisation und die Tiefe der nötigen
Bohrpunkte ermittelt und der Schädel von Forellen in Speisefischgröße vermessen. Die
Ergebnisse sind in Tabelle 3 dargestellt. Der Schädel der Forelle war auf Höhe des Tectum
opticum durchschnittlich 0,8 cm breit und auf der Höhe des Cerebellum im Mittel 0,5 cm.
Durchschnittlich ergaben die Messungen eine Bohrtiefe von 0,4 cm zum Erreichen des
Tectum opticum und 0,6 cm zum Erreichen des Cerebellums.
41
Ergebnisse
Tabelle 3: Messpunkte des Schädels von Regenbogenforellen in Speisefischgröße zur
Lokalisation der Bohrpunkte für die Implantation von Elektroden
Fisch cm
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
MW
Stw
26
26
28
26
28
27
26
30
27
29
26
27
25
24
23
29
25
27
1,84
g
M-TO M-CE Breite TO Breite CE Tiefe TO Tiefe CE
286,8
277,9
350,2
304,6
405,7
382,8
313,5
427,7
288,8
410,9
416,1
374,3
328,0
244,2
264,2
419,4
326,5
342,5
60,55
3,1
3,1
3,1
3,0
3,3
3,2
3,2
3,2
3,1
3,0
3,0
3,2
2,9
3,3
2,8
3,2
3,1
3,1
0,13
3,6
3,4
3,5
3,6
4,1
3,9
3,6
3,9
3,6
3,7
3,5
3,9
3,1
3,7
3,2
3,7
3,5
3,6
0,25
0,8
0,9
0,6
1,0
0,7
1,0
1,0
0,9
0,8
0,7
0,7
nzb
nzb
0,4
0,4
0,5
0,5
0,8
0,13
0,5
0,6
0,6
0,5
0,4
0,6
0,7
0,5
0,5
0,5
0,4
nzb
nzb
0,4
0,4
0,5
0,5
0,5
0,09
nb
nb
nb
0,4
0,4
0,4
0,4
0,4
0,3
0,4
0,5
0,3
0,5
0,4
0,3
0,4
0,4
0,4
0,06
nb
nb
nb
0,5
0,6
0,5
0,6
0,5
0,4
0,4
0,8
0,7
0,7
0,6
0,6
0,6
0,6
0,6
0,1
cm = Zentimeter; g = Gramm; M = Maul; TO = Tectum opticum; CE = Cerebellum; nb = nicht beurteilt; nzb =
nicht zu beurteilen; MW = Mittelwert; Stw = Standardabweichung
4.1.2 VERs („Visuell Evoked Responses“) im EEG
Anhand von Ausschlägen (VER = „Visuell Evoked Response“) im EEG als Reaktion auf
Lichtblitze – erzeugt von einem Stroboskop – konnte gezeigt werden, ob eine Forelle bei
Bewusstsein war oder nicht. Bei nicht betäubten Forellen waren im EEG bei ausgeschaltetem
Stroboskop unregelmäßige Spannungsschwankungen erkennbar (Abb. 5 a). Nach Auslösen
von Lichtblitzen durch ein Stroboskop (Pfeil in Abb. 5 b) folgte bei nicht betäubten Forellen
ein deutlicher Ausschlag im EEG (Abb. 5 b). Nach erfolgreicher Betäubung durch
Stromeinwirkung war dieser Ausschlag auf Lichtblitze nicht zu beobachten (Abb. 5 c). Zeigte
die Forelle nach Stromeinwirkung deutliche Atembewegungen und einen erkennbaren
Augendrehreflex, ließen sich durch Lichtblitze weiterhin deutliche Impulse im EEG
induzieren (Abb. 5 d).
42
Ergebnisse
50ms
50ms
Abb. 5 b
Abb. 5 a
betäubt
nicht betäubt
50ms
Abb. 5 c
Abb. 5 d
Abb. 5 a-d: Elektroenzephalogramme von Regenbogenforellen. 5 a: EEG einer nicht
betäubten Forelle ohne Einwirkung von Lichtblitzen. 5 b: EEG einer nicht betäubten Forelle
nach Einwirkung von Lichtblitzen eines Stroboskops. Als Anwort auf einen Lichtimpuls
(Pfeil) sind deutliche Ausschläge im EEG zu erkennen. 5 c: EEG einer durch elektrischen
Strom betäubten Forelle. Im EEG sind unregelmäßig auftretende Spannungsschwankungen
erkennbar, die nach Einwirkung von Lichtblitzen (Pfeil) keine Veränderungen erfahren. 5 d:
EEG einer durch elektrischen Strom nicht ausreichend betäubten Forelle mit deutlichen
Atemreaktionen. Nach Einwirkung von Lichtblitzen (Pfeil) war im EEG ein deutlicher
Ausschlag zu erkennen.
4.1.3 Ergebnisse der EEG-Ableitungen
Durch Vergleichen der unterschiedlichen Verhaltensmerkmale mit den Ergebnissen der EEGUntersuchungen ließen sich bestimmte Verhaltensmerkmale dem Bewusstseinszustand der
Forellen zuordnen. Dies ermöglichte es, anhand der Beobachtung dieser Verhaltensreaktionen
zu beurteilen, ob Forellen erfolgreich betäubt waren, und ob es zu einem Bewusstseinsverlust
gekommen war oder ob die Forellen nach der Betäubung noch wahrnehmungsfähig waren.
43
Ergebnisse
Vier Forellen wurden mit pulsierendem Strom über 30 Sekunden und den Elektrodenplatten
an der Kopf-Schwanz-Seite betäubt. Bei einer dieser vier Forellen kam es zur Erholung mit
Ausschlägen im EEG nach der Betäubung als Reaktion auf die Lichtblitze. Sie zeigte
deutliche Atemzüge und Augendrehreflex. Drei Forellen erlangten ihr Bewusstsein nach
Einwirkung von elektrischem Strom nicht wieder und zeigten diese beiden Verhaltensmuster
nicht. Bei diesen Forellen trat nach der Betäubung auch kein VER im EEG auf. Zwei weitere
Forellen wurden bei der gleichen Einstellung der Plattenposition, jedoch über 60 Sekunden
und zwei weitere Forellen über 120 Sekunden lang betäubt. Bei keiner der Forellen, die 60
und 120 Sekunden lang betäubt wurden, kam es zur Erholung. Sie zeigten weder Atmung
noch Augendrehreflex. Es traten keine VERs im EEG nach der Elektrobetäubung auf.
Insgesamt sieben Forellen wurden mit Wechselstrom betäubt. Vier Forellen wurden 30
Sekunden lang betäubt, drei Forellen wurden 60 Sekunden lang betäubt. Zwei der vier
Forellen, die 30 Sekunden dem Strom ausgesetzt wurden, erholten sich wieder. Diese Forellen
zeigten Ausschläge im EEG, deutliche Atmung und Augendrehreflex. Diese beiden
Verhaltensmerkmale traten bei den erfolgreich betäubten Forellen nicht auf.
VERs ließen sich nur bei Forellen ableiten, die auch die Verhaltensreaktionen Atmung und
Augendrehreflex zeigten. Die übrigen beschriebenen Verhaltensmerkmale traten in
unregelmäßiger Häufigkeit bei Forellen auf, die der Einwirkung von Strom in
unterschiedlichen Einstellungen ausgesetzt waren. Die Ergebnisse der EEG-Versuche sind in
Tabelle 4 und als Diagramm in Abbildungen 6 und 7 dargestellt.
Weiterhin wurde in folgenden Betäubungsversuchen untersucht, inwieweit sich die übrigen
Betäubungsparameter auf die Forelle und ihren Bewusstseinszustand auswirkten.
44
Ergebnisse
Tabelle 4: Verhaltensmerkmale von Regenbogenforellen nach Betäubung mit Abnahme von
EEGs (n=15)
Verhaltensmerkmaler
Gesamtzahl
Forellen
pS
WS
15
3
3
3
3
4
4
5
1
8
1
1
1
1
1
3
2
1
7
2
2
2
2
3
1
3
0
VER vor Betäubung
VER nach Betäubung
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
erfolgreich
betäubte
30 Sek.
Forellen
12
8
0
3
0
3
0
3
0
3
1
4
2
3
4
2
0
1
60 Sek.
120 Sek.
5
0
0
0
0
0
1
2
0
2
0
0
0
0
0
0
0
0
pS = pulsierender Strom; WS = Wechselstrom; Sek. = Sekunden
nur erfolgreich betäubte Forellen
alle Forellen
Anzahl Forellen
16
14
12
10
8
6
4
2
0
VER v VER n
E
A
Au
KdZ
FZ
SA
MK
Anzahl Forellen
16
14
12
10
8
6
4
2
0
VER v VER n
E
A
Au
KdZ
FZ
SA
MK
VER v = VER vor der Betäubung; VER n = VER nach der Betäubung; E = Erholung; A = Atmung; Au =
Augendrehreflex; KdZ = Kiemendeckelzittern; FZ = Flossenzittern; SA = Schnappatmung; MK =
Muskelkontraktionen
Abb. 6: Darstellung der Verhaltensmerkmale aller Forellen sowie der erfolgreich betäubten
Forellen
45
Ergebnisse
30 s - 60 s - 120 s
Gleichstrom - Wechselstrom
Anzahl Forellen
10
Anzahl Forellen
10
8
8
6
6
4
4
2
2
0
0
VER v VER n
E
A
Gleichstrom
Au
KdZ
FZ
SA
MK
VER v
Wechselstrom
VER n
E
A
30 s
Au
60 s
KdZ
FZ
SA
MK
120 s
VER v = VER vor der Betäubung; VER n = VER nach der Betäubung; E = Erholung; A = Atmung; Au =
Augendrehreflex; KdZ = Kiemendeckelzittern; FZ = Flossenzittern; SA = Schnappatmung; MK =
Muskelkontraktionen
Abb. 7: Darstellung der Verhaltensmerkmale in Abhängigkeit der unterschiedlichen Stromart
und der unterschiedlichen Betäubungszeit
4.2 Verhaltensbeobachtungen
Während des Stromflusses ließ sich eine Kontraktion der Muskulatur der Forellen
beobachten, die dazu führte, dass die Fische starr im Wasser standen. Nach der
Elektrobetäubung und der Betäubung durch Perkussion zeigten die Forellen unterschiedliche
Verhaltensreaktionen. Bei den betäubten Forellen wurde auf Augendrehreflex, Atemzüge,
Kiemendeckelzittern,
Flossenzittern,
Körperzittern,
Schnappatmung
und
Muskelkontraktionen geachtet. Das Auftreten dieser Verhaltensreaktionen war abhängig von
den angewandten Betäubungsparametern und der angewandten Betäubungsmethode. Anhand
dieser Verhaltensreaktionen konnte der Betäubungserfolg bestimmt werden.
4.2.1 Verhaltensreaktionen von Regenbogenforellen nach Betäubung durch Perkussion
Zwei der zehn mittels Perkussion betäubten Forellen erholten sich nach dem Schlag auf das
Cranium wieder und zeigten sowohl Atmung als auch Augendrehreflex. Sowohl
Flossenzittern als auch Körperzittern traten bei allen zehn Forellen auf. Das Auftreten der
unterschiedlichen Verhaltensmerkmale ist in Tabelle 5 dargestellt.
46
Ergebnisse
Tabelle 5: Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch Perkussion
Verhaltensmerkmale
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Körperzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
Anzahl Forellen
2/10
2/10
2/10
1/10
10/10
10/10
1/10
4/10
4.2.2 Verhaltensreaktionen von Regenbogenforellen nach Betäubung mit pulsierendem
Strom
Insgesamt wurden 29 Forellen mittels pulsierendem Strom mit Elektrodenplatten an der KopfSchwanz-Seite betäubt, wovon 16 Forellen 30 Sekunden und 13 Forellen 60 Sekunden lang
betäubt wurden. Zusätzlich wurden 2 Forellen 120 Sekunden lang bei dieser Plattenposition
betäubt. Diese zwei Forellen zeigten keine der oben beschriebenen Verhaltensmerkmale. Bei
der Positionierung der Platten ober- und unterhalb der Forelle wurden insgesamt 20 Tiere
betäubt, jeweils zehn Tiere über 30 und 10 Tiere über 60 Sekunden. 21 Forellen wurden bei
der seitlicher Positionierung der Platten betäubt, elf Tiere 30 Sekunden und zehn Tiere 60
Sekunden lang.
Bei der Verwendung von pulsierendem Strom kam es bei drei von insgesamt 72 Tieren nach
der Betäubung zur Erholung. Die Erholung ging mit dem Auftreten von Atembewegungen
und Augendrehreflex einher und trat jeweils nach einer Betäubungszeit von 30 Sekunden bei
allen drei möglichen Plattenpositionen auf. Die übrigen Forellen blieben über eine
Beobachtungszeit von mindestens zehn Minuten betäubt. Aufgrund des Sauerstoffmangels
versterben Forellen in dieser Zeit (ROBB 2002). In Tabelle 6 sind die Ergebnisse der
Verhaltensbeobachtungen sowie die signifikanten Unterschiede im Vergleich zu den mittels
Perkussion betäubten Forellen dargestellt.
47
Ergebnisse
Tabelle 6: Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
pulsierenden Strom in Abhängigkeit von der Position der Elektrodenplatten und der
Betäubungszeit mit Darstellung signifikanter Unterschiede zur Betäubung durch Perkussion
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Körperzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Körperzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Körperzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
Kopf/Schwanz
30
60
∑
1/16
0/13
1/29
1/16
0/13
1/29
1/16
0/13
1/29
5/16
0/13
5/29
14/16
12/13
26/29
* 4/16
* 3/13
7/29
1/16
1/13
2/29
* 1/16
* 0/13
1/29
oben/unten
30
60
∑
1/10
0/10
1/20
1/10
0/10
1/20
1/10
0/10
1/20
4/10
1/10
5/20
10/10
8/10
18/20
* 4/10
* 1/10
5/20
1/10
1/10
2/20
* 0/10
* 0/10
0/20
seitlich
30
60
∑
1/11
0/10
1/21
1/11
0/10
1/21
1/11
0/10
1/21
2/11
0/10
2/21
10/11
10/10
20/21
7/11
* 0/10
7/21
2/11
0/10
2/21
3/11
* 0/10
3/21
Perkussion
2/10
2/10
2/10
1/10
10/10
10/10
1/10
4/10
Kopf/Schwanz = Plattenposition Kopf-Schwanz; oben/unten = Plattenposition oben- unten; seitlich =
Plattenposition seitlich; Sek. = Sekunden; ∑ = Summe; * Auftreten signifikanter Unterschiede zu den
mittels Perkussion betäubten Forellen
4.2.2.1 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von pulsierendem
Strom in Abhängigkeit von der Betäubungszeit
Nach einer Betäubungszeit von 30 Sekunden kam es bei drei von 37 Forellen zur Erholung
mit wieder eingetretener Atmung und Augendrehreflex. Nach 60 Sekunden Betäubungszeit
erholte sich keine der durch pulsierenden Strom betäubten Forellen.
Sowohl Kiemendeckelzittern als auch Köperzittern traten nach einer Betäubungszeit von 30
Sekunden
signifikant
häufiger
auf
als
nach
60
Sekunden.
Bei
den
übrigen
Verhaltensmerkmalen konnten keine signifikanten Unterschiede beim Vergleich der
unterschiedlichen Betäubungszeit festgestellt werden. Die Ergebnisse sowie das Auftreten
48
Ergebnisse
signifikanter Unterschiede in Abhängigkeit von der Betäubungszeit sind in Tabelle 7
dargestellt.
Tabelle 7: Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
pulsierenden Strom in Abhängigkeit von der Betäubungszeit mit Darstellung signifikanter
Unterschiede
Verhaltensmerkmale
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Körperzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
30 Sek.
3/37
3/37
3/37
11/37
34/37
15/37
4/37
4/37
60 Sek.
0/33
0/33
0/33
1/33
30/33
4/33
2/33
0/33
S.U.
30 Sek. > 60 Sek.
30 Sek. > 60 Sek.
30 Sek. > 60 Sek.
30 Sek. > 60 Sek.
N.S.
30 Sek. > 60 Sek.
N.S.
N.S.
Sek. = Sekunden; S.U. = signifikante Unterschiede; N.S. = nicht signifikant
4.2.2.2 Auftreten von Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von pulsierendem Strom in
Abhängigkeit der Plattenposition
Bei dem Vergleich der unterschiedlichen Plattenpositionen traten keine signifikanten
Unterschiede auf (Tabelle 8). Bei jeder der drei Plattenpositionen erholte sich eine Forelle
nach Betäubung. Diese zeigten auch als einzige Forellen Atmung und Augendrehreflex.
Flossenzittern konnte am häufigsten von allen Verhaltensmerkmalen beobachtet werden.
Tabelle 8: Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
pulsierenden Strom in Abhängigkeit der Position der Elektrodenplatten mit Darstellung
signifikanter Unterschiede
Verhaltensmerkmale
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Körperzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
K/S
o/u
1/29 1/20
1/29 1/20
1/29 1/20
5/29 5/20
26/29 18/20
7/29 5/20
2/29 2/20
1/29 0/20
seitlich
1/21
1/21
1/21
2/21
20/21
7/21
2/21
3/21
S.U.
N.S.
N.S.
N.S.
N.S.
N.S.
N.S.
N.S.
N.S.
K/S = Plattenposition Kopf/Schwanz; o/u = Plattenposition oben/unten; seitlich = Plattenposition seitlich; S.U. =
signifikante Unterschiede; N.S. = nicht signifikant
49
Ergebnisse
4.2.3 Vergleich der Elektrobetäubung durch pulsierenden Strom und der Betäubung durch
Perkussion
Bei dem Vergleich der Forellen, die mittels pulsierendem Strom betäubt wurden, und den
Forellen, die mittels Perkussion betäubt wurden, konnten keine signifikanten Unterschiede
bezüglich
der
Verhaltensmerkmale
Atmung,
Augendrehreflex,
Kiemendeckelzittern,
Flossenzittern sowie Schnappatmung festgestellt werden. Bei den Verhaltensmerkmalen
Körperzittern und Muskelkontraktionen wurden signifikante Unterschiede zwischen beiden
Betäubungsmethoden beobachtet. Sowohl Körperzittern als auch Muskelkontraktionen traten
bei den mittels Perkussion betäubten Forellen signifikant häufiger auf als bei den durch
pulsierenden Strom betäubten Forellen. Nur bei der Einstellung der Elektrodenplatten seitlich
der Forelle und einer Betäubungszeit von 30 Sekunden konnten weder für Körperzittern noch
für Muskelkontraktionen signifikante Unterschiede festgestellt werden. Das Auftreten
signifikanter Unterschiede ist in Tabelle 7 in Form von Sternchen (*) gekennzeichnet.
4.2.4 Verhaltensreaktionen von Regenbogenforellen nach Betäubung mit Wechselstrom
Durch Anwendung von Wechselstrom wurden insgesamt 189 Forellen betäubt, wobei 94
Forellen der Einwirkung von Wechselstrom 30 Sekunden und 95 Forellen 60 Sekunden lang
ausgesetzt waren. Von den insgesamt 189 Forellen wurden 69 bei der Einstellung der
Elektrodenplatten an der Kopf-Schwanz-Seite und jeweils 60 bei der Lokalisation der Platten
oben-unten und seitlich betäubt. Insgesamt 68 Forellen wurden bei der Einstellung 50 Hz, 60
Forellen bei 100 Hz und 61 Forellen bei 1000 Hz betäubt. Zwei von 14 Forellen erholten sich
nach einer Betäubungszeit von 30 Sekunden, der Einstellung 50 Hz und der Plattenposition an
der Kopf-Schwanz-Seite. Jeweils eine von 10 Forellen erholte sich bei der Einstellung der
Plattenposition oben-unten, 1000 Hz und 30 bzw. 60 Sekunden Betäubungszeit. Bei den
übrigen Forellen dauerte der Betäubungszustand mehr als zehn Minuten an, so dass ein
Versterben in der Betäubung angenommen werden kann. Forellen, die sich von der
Betäubung erholten, zeigten nach Einwirkung des elektrischen Stroms Atembewegungen und
Augendrehreflex. Die Daten sind in Tabelle 9 dargestellt.
50
Ergebnisse
Tabelle 9: Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Wechselstrom in Abhängigkeit der Position der Elektrodenplatten und der Betäubungszeit mit
Darstellung signifikanter Unterschiede zur Betäubung durch Perkussion
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Körperzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Körperzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Körperzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
50
2/14
2/14
2/14
3/14
*5/14
*0/14
2/14
*0/14
30
100
0/10
0/10
0/10
2/10
*3/10
*0/10
0/10
*0/10
50
0/10
0/10
0/10
0/10
10/10
*0/10
0/10
*0/10
30
100
0/10
0/10
0/10
2/10
10/10
*2/10
1/10
*0/10
50
0/10
0/10
0/10
0/10
9/10
*1/10
1/10
*0/10
30
100
0/10
0/10
0/10
0/10
9/10
*0/10
0/10
*0/10
Kopf/Schwanz
60
1000
50
100
0/10
0/14
0/10
0/10
0/14
0/10
0/10
0/14
0/10
5/10
0/14
0/10
10/10 *3/14 *0/10
*5/10 *0/14 *4/10
2/10
1/14
0/10
1/10 *0/14 *0/10
oben/unten
60
1000
50
100
1/10
0/10
0/10
1/10
0/10
0/10
1/10
0/10
0/10
*8/10
1/10
0/10
10/10 *3/10 *2/10
9/10 *0/10 *0/10
*8/10
0/10
0/10
5/10 *0/10 *0/10
seitlich
60
1000
50
100
0/10
0/10
0/10
0/10
0/10
0/10
0/10
0/10
0/10
*6/10
0/10
0/10
10/10 *2/10
4/10
*6/10 *0/10 *0/10
3/10
0/10
0/10
1/10 *0/10 *0/10
1000
0/11
0/11
0/11
0/11
10/11
*1/11
0/11
*0/11
1000
1/10
1/10
1/10
1/10
9/10
*3/10
2/10
*0/10
1000
0/10
0/10
0/10
0/10
10/10
*2/10
0/10
*0/10
Summe
2/69
2/69
2/69
10/69
31/69
*10/69
5/69
1/69
Perkussion
2/10
2/10
2/10
1/10
10/10
10/10
1/10
2/10
Summe
2/60
2/60
2/60
12/60
44/60
14/60
11/60
5/60
Summe
0/60
0/60
0/60
6/60
44/60
9/60
4/60
1/60
*signifikant unterschiedlich im Vergleich zur Betäubung durch Perkussion
4.2.4.1 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von Wechselstrom
in Abhängigkeit der Betäubungszeit
Nach 30 Sekunden Betäubungszeit erholten sich drei der 94 Forellen. Nur eine von 95
Forellen erholte sich nach 60 Sekunden Betäubungszeit. Diese vier Forellen zeigten sowohl
Atmung als auch Augendrehreflex. Auch die weiteren Verhaltensmerkmale traten
unterschiedlich häufig auf. Dabei zeigten Forellen die jeweiligen Verhaltensmerkmale stets
signifikant häufiger nach einer Betäubungszeit von 30 Sekunden als nach 60 Sekunden. Die
Ergebnisse sind in Tabelle 10 dargestellt.
51
Ergebnisse
Tabelle 10: Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Wechselstrom in Abhängigkeit der Betäubungszeit mit Darstellung signifikanter Unterschiede
Verhaltensmerkmale
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Körperzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
30 Sek.
60 Sek.
3/94
3/94
3/94
26/94
76/94
23/94
17/94
7/94
S.U.
1/95
1/95
1/95
2/95
43/95
10/95
3/95
0/95
N.S.
N.S.
N.S.
30 Sek. > 60 Sek.
30 Sek. > 60 Sek.
30 Sek. > 60 Sek.
30 Sek. > 60 Sek.
30 Sek. > 60 Sek.
Sek. = Sekunden; S.U. = signifikante Unterschiede; N.S. = nicht signifikant
4.2.4.2 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von Wechselstrom
in Abhängigkeit der Frequenz
Sowohl bei der Verwendung von 50 Hz als auch bei der Verwendung von 1000 Hz erholten
sich zwei der 68 bzw. 61 Forellen. Die Forellen, die sich wieder erholten, zeigten Atmung und
Augendrehreflex. Bei den restlichen Verhaltensmerkmalen traten signifikante Unterschiede
auf. Dabei zeigten Forellen die jeweiligen Verhaltensmerkmalen stets häufiger bei der
Verwendung von 1000 Hz als nach 50 Hz oder 100 Hz. Die Ergebnisse sind in Tabelle 11
dargestellt.
Tabelle 11: Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Wechselstrom in Abhängigkeit der Frequenzeinstellung mit Darstellung signifikanter
Unterschiede
Verhaltensmerkmalen
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Körperzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
50 Hz
100 Hz
1000 Hz
2/68
2/68
2/68
4/68
32/68
1/68
4/68
0/68
0/60
0/60
0/60
4/60
28/60
6/60
1/60
0/60
2/61
2/61
2/61
20/61
59/61
26/61
15/61
7/61
Hz = Herz; S.U. = signifikante Unterschiede; N.S. = nicht signifikant
52
S.U.
N.S.
N.S.
N.S.
50+100<1000
50+100<1000
50+100<1000
50+100<1000
50+100<1000
Ergebnisse
4.2.4.3 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von Wechselstrom
in Abhängigkeit der Plattenposition
Jeweils zwei der 69 bzw. 60 Forellen, die bei der Position der Elektrodenplatten an der KopfSchwanz-Seite sowie seitlich betäubt wurden, erholten sich wieder. Sie zeigten sowohl
Atembewegungen als auch Augendrehreflex. Flossenzittern zeigten die Forellen, die mit den
Elektrodenplatten an der Kopf/Schwanz-Seite betäubt wurden, signifikant häufiger als die
Forellen, die mit den Platten ober- und unterhalb sowie seitlich betäubt wurden. Bei den
übrigen Verhaltensmerkmalen traten keine signifikanten Unterschiede auf. Die Ergebnisse
sind in Tabelle 12 dargestellt.
Tabelle 12: Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Wechselstrom in Abhängigkeit der Plattenposition mit Darstellung signifikanter Unterschiede
Verhaltensmerkmalen
Erholung
Atmung
Augendrehreflex
Kiemendeckelzittern
Flossenzittern
Körperzittern
Schnappatmung
Muskelkontraktionen
K/S
o/u
2/69
2/69
2/69
10/69
31/69
10/69
5/69
1/69
2/60
2/60
2/60
12/60
44/60
14/60
11/60
5/60
seitlich
0/60
0/60
0/60
6/60
44/60
9/60
4/60
1/60
S.U.
N.S.
N.S.
N.S.
N.S.
K/S<o/u, s
N.S.
N.S.
N.S.
K/S = Plattenposition Kopf/Schwanz; o/u = Plattenposition oben-unten; seitlich = Plattenposition seitlich; S.U. =
signifikante Unterschiede; N.S. = nicht signifikant
4.2.5 Wiedererlangen der Reizwahrnehmung nach Einwirkung von Wechselstrom oder
pulsierendem Strom in Abhängigkeit der Stromdichte
Im Zuge der Elektrobetäubung wurden bei der Verwendung von pulsierendem Strom und
Wechselstrom Stromdichten von 0,056 bis 0,253 A/dm² erreicht. Bei insgesamt sieben
Forellen kam es nach erfolgter Elektrobetäubung zur Erholung mit gleichzeitigem Auftreten
gleichmäßiger Atembewegung und wiederkehrendem Augendrehreflex. Bei sechs dieser
sieben Forellen wurden Stromdichten von weniger als 0,1 A/dm² erreicht. Diese lagen bei
0,065 A/dm², 0,074 A/dm², 0,088 A/dm², 0,093 A/dm², 0,094 A/dm² und 0,096 A/dm². Bei
nur einer dieser sieben Forellen lag die Stromdichte oberhalb von 0,1 A/dm² (0,178 A/dm²).
Weitere 18 Forellen, die mit dieser Stromdichte (0,178 A/dm²) betäubt wurden, erlangten ihr
53
Ergebnisse
Bewusstsein nicht wieder. Insgesamt 120 Forellen wurden mit Stromdichten unterhalb von
0,1 A/dm² und 140 Forellen mit Stromdichten oberhalb von 0,1 A/dm² betäubt.
4.2.6 Vergleich der Betäubungsmethode Elektrobetäubung mit Wechselstrom und der
Betäubungsmethode Perkussion
Es konnten keine signifikanten Unterschiede bei dem Vergleich der Verhaltensmerkmale
Atmung und Augendrehreflex nach Betäubung mit Wechselstrom und Betäubung durch
Perkussion gefunden werden. Kiemendeckelzittern trat bei der Einstellung der Platten obenunten und seitlich bei jeweils 1000 Hz und 30 Sekunden signifikant häufiger bei den mittels
Strom betäubten Forellen als bei den mittels Perkussion betäubten Forellen auf.
Schnappatmung trat bei den mittels Strom betäubten Forellen bei den Einstellungen der
Platten oben-unten, der Verwendung von 1000 Hz und 30 Sekunden signifikant häufiger auf
als bei den Forellen, die mittels Perkussion betäubt wurden. Die übrigen Verhaltensmerkmale
wurden beim Auftreten signifikanter Unterschiede häufiger bei den mittels Perkussion
betäubten Forellen beobachtet als bei den mittels Strom betäubten Forellen. Das Auftreten
signifikanter Unterschiede der übrigen Verhaltensmerkmale ist in Tabelle 9 in Form von
Sternchen (*) gekennzeichnet.
4.3 Stressparameter
Um die Einwirkung von Stressoren während des Betäubungsvorganges abschätzen zu können,
wurden Cortisol-, Natrium- und Kaliumspiegel im Plasma sowie der Hämatokritwert des
Blutes gemessen.
4.3.1 Cortisol
Die in allen Versuchen gemessenen Cortisolwerte lagen zwischen 2,05 und 201,83 ng/ml und
zeigten demnach erhebliche Schwankungen. Die Mittelwerte und Standardabweichungen der
Messdaten sind in Tabelle 13 dargestellt.
Bei der Verwendung von pulsierendem Strom bestanden signifikante Unterschiede in
Abhängigkeit der unterschiedlichen Betäubungszeit. Es konnten höhere Cortisolwerte nach 60
Sekunden Stromfluss als nach 30 Sekunden Stromfluss gemessen werden. Die Einstellung
unterschiedlicher Plattenpositionen führte nicht zum Auftreten signifikanter Unterschiede der
54
Ergebnisse
gemessenen Cortisolwerte. Bei der Verwendung von Wechselstrom traten weder beim
Vergleich der unterschiedlichen Betäubungszeit noch beim Vergleich der unterschiedlichen
Plattenpositionen
signifikante
Unterschiede
auf.
Auch
die
unterschiedlichen
Frequenzeinstellungen führten nicht zu signifikanten Unterschieden (Tabelle 14). Die
Cortisolwerte der Forellen, die mit pulsierendem Strom betäubt wurden, waren signifikant
niedriger als die Werte der mit Wechselstrom oder durch Perkussion betäubten Forellen. Die
im Mittel höchsten Cortisolwerte konnten im Blut von Forellen gemessen werden, die mittels
Perkussion betäubt wurden (Tabelle 16).
Weiterhin
wurden
die
Cortisolwerte,
die
bei
den
einzelnen
Einstellungen
der
Elektrobetäubung gemessen wurden, jeweils mit den Ergebnissen der Cortisolmessungen der
durch Perkussion betäubten Forellen verglichen. Die Cortisolspiegel der elektrisch betäubten
Forellen waren bei jeder einzelnen Betäubungseinstellung stets niedriger als die der durch
Perkussion betäubten Forellen. Einstellungen, bei denen signifikante Unterschiede auftraten,
sind in Tabelle 15 aufgeführt.
Weiterhin wurde geprüft, ob Individuen, die nach der Betäubung Verhaltensreaktionen, wie
Körperzittern, Schnappatmung und Muskelkontraktionen zeigten, veränderte Cortisolspiegel
im Blutplasma aufwiesen. Es konnte kein Zusammenhang zwischen dem Cortisolspiegel und
dem Auftreten der betrachteten Verhaltensmerkmale festgestellt werden (Tabelle 17).
55
Ergebnisse
Tabelle 13: Mittelwerte und Standardabweichungen von Stressparametern im Blut von
Forellen nach Betäubung durch Strom und durch Perkussion
pulsierender Strom
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Cortisol [ng/ml]
Natrium [mmol/l]
Kalium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
Kopf/Schwanz
30
18,6±14,78
167±6,22
4,44±0,95
43,20±4,10
oben/unten
60
30
17,9±14,26 21,7±20,18
163±5,3
160±5,06
4,63±0,58
5,07±0,88
42,75±6,20 41,00±8,82
Wechselstrom
Plattenposition
30
29,5±31,08
152±18,43
4,57±0,50
45,75±9,75
60
41,4±51,22
159±8,00
5,15±1,12
37,88±12,39
60
100
68,0±36,0
165±1,77
4,42±0,68
39,50±4,57
1000
37,0±24,96
167±3,07
3,35±0,60
41,88±5,08
60
100
50,0±25,55
164±5,31
4,33±0,94
42,88±3,72
1000
65,0±57,09
167±4,93
2,63±0,61
43,0±4,34
60
100
24,0±18,53
158±3,54
5,05±1,26
39,0±6,74
1000
37,0±25,53
164±3,72
5,28±1,62
39,88±4,82
Kopf/Schwanz
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Cortisol [ng/ml]
Natrium [mmol/l]
Kalium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
Plattenposition
50
42,0±15,56
163±7,11
3,67±1,11
43,38±3,46
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Cortisol [ng/ml]
Natrium [mmol/l]
Kalium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
Plattenposition
50
54,0±29,69
164±6,39
5,44±1,08
48,50±5,24
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Cortisol [ng/ml]
Natrium [mmol/l]
Kalium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
Perkussion
Cortisol [ng/ml]
Natrium [mmol/l]
Kalium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
60
74,6±54,26
166±6,94
5,22±0,58
49,00±7,21
seitlich
30
100
74,0±31,13
167±7,69
6,22±2,12
44,63±3,36
1000
51±38,78
160±16,22
3,48±2,01
48,29±10,0
50
57,0±25,53
157±8,72
4,56±1,04
47,75±4,62
oben/unten
30
100
41,0±38,77
168±5,95
4,28±0,63
44,25±2,71
1000
60,0±44,11
162±5,51
4,03±1,40
40,13±3,83
50
82,0±62,44
156±3,68
4,25±0,53
42,88±5,11
seitlich
50
38,0±20,51
162±2,75
4,44±0,85
39,88±4,42
30
100
59,0±24,11
158±10,03
4,80±1,51
39,50±3,89
1000
40,0±23,25
163±5,42
3,02±0,48
45,25±4,43
57,54±20,87
149,50±5,93
3,54±1,13
32,10±3,54
56
50
73,0±60,90
150±15,83
4,19±0,52
47,13±4,32
Ergebnisse
Tabelle 14: Signifikante Unterschiede der Stressparameter in Abhängigkeit der Stromart, der
Betäubungszeit, der Plattenposition und der Frequenz
pulsierender Strom
Cortisol [ng/ml]
Natrium [mmol/l]
30 s < 60 s
seitlich < K/S, o/u
Wechselstrom
Natrium [mmol/l]
Natrium [mmol/l]
Kalium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
seitlich < K/S, o/u
50 Hz < 100 Hz, 1000 Hz
1000 Hz < 50 Hz, 100 Hz
100/1000 Hz < 50/1000 Hz
seitlich = seitliche Plattenposition; o/u = Plattenposition oben/unten; K/S = Plattenposition an der
Kopf/Schwanz-Seite; Hz = Herz
Tabelle 15: Auftreten signifikanter Unterschiede der Stressparameter bei den durch Strom
betäubten Forellen im Vergleich zu den durch Perkussion betäubten Forellen
pulsierender Strom
Plattenposition
Kopf/Schwanz
Betäubungszeit [Sek.]
Cortisol [ng/ml]
Natrium [mmol/l]
Kalium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
30
pS < P
pS > P
60
30
pS < P
pS < P
pS > P
pS > P
pS > P
pS > P
pS > P
pS > P
pS > P
Wechselstrom
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Cortisol [ng/ml]
Natrium [mmol/l]
Kalium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Cortisol [ng/ml]
Natrium [mmol/l]
Kalium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Cortisol [ng/ml]
Natrium [mmol/l]
Kalium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
oben/unten
60
seitlich
30
pS < P
pS > P
pS > P
60
pS > P
pS > P
pS > P
Kopf/Schwanz
50
30
100
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
50
60
100
1000
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
1000
WS > P
oben/unten
50
WS > P
WS > P
WS > P
30
100
1000
50
60
100
1000
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
50
60
100
1000
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
seitlich
50
30
100
1000
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
WS > P
pS = pulsierender Strom; WS = Wechselstrom; P = Perkussion
57
Ergebnisse
Tabelle 16: Zusammenfassende Darstellung von Unterschieden bei Stressparametern im Blut
von Forellen nach Elektrobetäubung und nach Betäubung durch Perkussion
Stressparameter
Cortisol [ng/ml]
Kalium [mmol/l]
Natrium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
Auswertung
pS < WS < P
P + WS < pS
P < pS + WS
P < pS + WS
Legende s. Tabelle 15
Tabelle 17: Einfluss von Muskelkontraktionen, Körperzittern und Schnappatmung nach der
Betäubung auf Hämatokrit und Elektrolyte im Blut von Forellen
Muskelkontraktionen
Messparameter
Kalium [mmol/l]
Natrium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
Cortisol [ng/ml]
Messparameter
Kalium [mmol/l]
Natrium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
Cortisol [ng/ml]
Messparameter
Kalium [mmol/l]
Natrium [mmol/l]
Hämatokrit [%]
Cortisol [ng/ml]
positiv/negativ
n
pos
12
neg 190
pos
12
neg 190
pos
12
neg 190
pos
12
neg 190
Körperzittern
positiv/negativ
n
pos
38
neg 164
pos
38
neg 164
pos
38
neg 164
pos
38
neg 164
Schnappatmung
positiv/negativ
n
pos
15
neg 187
pos
15
neg 187
pos
15
neg 187
pos
15
neg 187
Messwert
4,83±1,59
4,39±1,28
153,75±8,0
161,65±9,11
37,75±8,95
42,95±6,54
46,86±37,26
48,42±37,93
Messwert
3,9±1,29
4,51±1,27
158,74±8,57
161,74±9,3
40,03±7,85
43,2±6,42
43,15±33,82
49,51±38,65
Messwert
3,94±1,59
4,43±1,59
158,87±7,3
161,36±9,37
39,47±6,31
42,87±6,81
60,18±45,09
47,61±37,27
S.U./N.S.
N.S.
pos < neg
pos < neg
N.S.
S.U./N.S.
pos < neg
pos < neg
pos < neg
N.S.
S.U./N.S.
N.S.
N.S.
N.S.
N.S.
pos = das Verhaltensmerkmal konnte beobachtet werden; neg = das Verhaltensmerkmal konnte nicht beobachtet werden; N.S. = nicht signifikant
58
Ergebnisse
4.3.2 Natrium
Die Natriumgehalte im Blut von Forellen lagen zwischen 111 und 185 mmol/l. Die
Mittelwerte und Standardabweichungen der Messdaten sind in Tabelle 13 dargestellt. Die
Natriumwerte der Forellen, die mit pulsierendem Strom betäubt wurden, waren signifikant
höher als die Werte der durch Perkussion betäubten Forellen (Tabelle 16). Die im Mittel
höchsten Natriumwerte konnten im Blut von Forellen gemessen werden, die mittels
Wechselstrom betäubt wurden. Jede einzelne mögliche Einstellung der Elektrobetäubung
wurde jeweils mit der Perkussionsmethode verglichen. Die Einstellungen, bei denen
signifikante Unterschiede auftraten, sind in Tabelle 15 aufgeführt. Keine signifikanten
Unterschiede
traten
bei
der
Verwendung
von
pulsierendem
Strom,
seitlicher
Plattenpositionierung und einer Betäubungszeit von 30 Sekunden auf. Ebenso traten bei der
Verwendung von Wechselstrom, der Plattenposition an der Kopf/Schwanz-Seite mit 1000 Hz,
30 Sekunden und der Plattenposition seitlich, mit 50 Hz und 60 Sekunden keine signifikanten
Unterschiede auf. Beim Auftreten signifikanter Unterschiede lagen die Werte der elektrisch
betäubten Forellen stets höher als die der mittels Perkussion betäubten Forellen. Diese lagen
im Mittel bei 149,5±5,93 mmol/l. Bei der Verwendung von pulsierendem Strom bestanden
signifikante Unterschiede in der unterschiedlichen Positionierung der Elektrodenplatten
(Tabelle 14). Die höchsten Werte wurden bei Forellen gemessen, die mit seitlich
positionierten Elektrodenplatten betäubt wurden. Bei der Verwendung von Wechselstrom
traten signifikante Unterschiede in Abhängigkeit der unterschiedlichen Frequenzeinstellungen
auf. Die im Mittel höchsten Werte konnten bei der Einstellung 100 Hz, die niedrigsten bei der
Einstellung 1000 Hz gemessen werden (Tabelle 14).
Weiterhin wurde geprüft, ob das Auftreten von Muskelkontraktionen, Körperzittern und
Schnappatmung nach der Betäubung den Natriumspiegel im Blut von Forellen moduliert.
Sowohl das Auftreten von Muskelkontraktionen als auch das Auftreten von Körperzittern
hatte einen Einfluss auf die Natriumwerte. Sie waren bei den Forellen, die dieses
Verhaltensmerkmal zeigten, signifikant niedriger als bei den Forellen, die dieses Merkmal
nicht zeigten (Tabelle 17).
59
Ergebnisse
4.3.3 Kalium
Die in allen Versuchen gemessenen Kaliumwerte lagen zwischen 1,26 und 9,13 mmol/l. Die
Mittelwerte und Standardabweichungen sind in Tabelle 13 dargestellt. Die im Mittel höchsten
Kaliumwerte konnten im Blut von Forellen gemessen werden, die mittels pulsierendem Strom
betäubt wurden (Tabelle 16). Wie bei den Cortisolwerten wurden auch die bei den einzelnen
Einstellungen der Elektrobetäubung gemessenen Kaliumwerte mit den Ergebnissen der
Kaliummessungen der durch Perkussion betäubten Forellen verglichen. Bei einigen
Einstellungen der Elektrobetäubung traten signifikante Unterschiede der Kaliumwerte im
Vergleich zu den Kaliumwerten der mittels Perkussion betäubten Forellen auf. Die Werte der
mittels Strom betäubten Forellen waren hier stets höher als die der mittels Perkussion
betäubten Forellen. Sie sind in Tabelle 15 dargestellt. Bei der Verwendung von pulsierendem
Strom traten keine signifikanten Unterschiede bei dem Vergleich der Betäubung bei
unterschiedlicher Betäubungszeit und unterschiedlicher Plattenposition auf (Tabelle 14). Bei
der
Verwendung
von
Wechselstrom
traten
signifikante
Unterschiede
bei
den
unterschiedlichen Frequenzeinstellungen auf. Die im Mittel höchsten Werte konnten bei der
Einstellung 1000 Hz gemessen werden (Tabelle 14).
Weiterhin wurden die Daten in Abhängigkeit vom Auftreten von Körperzittern,
Schnappatmung und Muskelkontraktionen gesetzt. Die Kaliumwerte aller Forellen, die
Körperzittern zeigten, waren signifikant niedriger als die Werte der Forellen, die dieses
Verhaltensmerkmal nicht zeigten (Tabelle 17).
4.3.4 Hämatokrit
Die in allen Versuchen gemessenen Hämatokritwerte lagen zwischen 12 und 61 %. Die
Mittelwerte und Standardabweichungen der Messdaten sind in Tabelle 13 dargestellt. Bei der
Betäubung von Forellen durch Wechselstrom traten signifikante Unterschiede bei der
Verwendung von Strom unterschiedlicher Frequenzen auf. Die im Mittel höchsten Werte
konnten bei der Einstellung 50 Hz, die niedrigsten bei der Einstellung 100 Hz gemessen
werden (Tabelle 14). Die Hämatokritwerte der Forellen, die mittels Perkussion betäubt
wurden, waren signifikant niedriger als nach der Betäubung mit Wechselstrom oder mit
pulsierendem Strom (Tabelle 16).
Wie bei den Cortisol- und Natriumwerten wurden auch die bei den einzelnen Einstellungen
der Elektrobetäubung gemessenen Hämatokritwerte mit den Hämatokritwerten der durch
60
Ergebnisse
Perkussion betäubten Forellen verglichen. Diese wiesen im Mittel einen Hämatokritwert von
32,10±3,54 auf. Die Einstellungen, bei denen signifikante Unterschiede auftraten, sind in
Tabelle 15 aufgeführt. Dabei waren die Werte bei den elektrisch betäubten Forellen stets
höher als bei den durch Perkussion betäubten Forellen. Keine signifikanten Unterschiede
traten bei der Verwendung von pulsierendem Strom, seitlicher Plattenpositionierung und einer
Betäubungszeit von 60 Sekunden auf. Ebenso traten bei der Verwendung von Wechselstrom,
der Plattenposition an der Kopf/Schwanz-Seite, der Einstellung 1000 Hz und 30 Sekunden
keine signifikanten Unterschiede auf.
Weiterhin wurden die Daten in Abhängigkeit vom Auftreten der Verhaltensmerkmale
Muskelkontraktionen, Körperzittern und Schnappatmung gesetzt. Sowohl das Auftreten von
Muskelkontraktionen als auch Körperzittern hatte einen Einfluss auf die Hämatokritwerte. Sie
waren bei den Forellen, die dieses Verhaltensmerkmal zeigten, signifikant niedriger als bei
den Forellen, die diesen Parameter nicht zeigten (Tabelle 17).
4.4 Schlachtkörperuntersuchung
Im Zuge der Schlachtkörperuntersuchung wurde das Auftreten von Strommarken auf der
Haut, Blutungen entlang der Wirbelsäule und im Filet sowie auf Kiemenblutungen geachtet.
Die Häufigkeit sowie die Stärke der jeweiligen Schlachtkörpermerkmale sind in Tabelle 18
dargestellt.
Strommarken zeigten sich in Form dunkler Verfärbungen der Haut, die sich in der Regel
strangförmig von der Rückenseite in Richtung Bauchbereich zogen (Abb. 8). Dabei reichten
diese Verfärbungen teilweise nur über wenige Zentimeter, teilweise bis zur Seitenlinie,
teilweise aber auch bis zum ventralen Bereich hinab. Diese Form der Strommarken konnten
anhand eines Bewertungsschemas ausgewertet werden (s. Material und Methoden). Bei
einigen Forellen traten diese Verfärbungen jedoch sehr großflächig auf. So waren teilweise
der gesamte craniale oder caudale Bereich, teilweise der gesamte Körper dunkel verfärbt,
teilweise breiteten sich die Verfärbungen diffus auf der Forelle aus. Diese großflächigen
Veränderungen traten bei allen Einstellungen vereinzelt auf. Diese Forellen konnten nicht in
das Bewertungsschema der Strommarkenbeurteilung aufgenommen werden. Nach einiger Zeit
der Lagerung oder Kühlung verschwand die Verfärbung der Haut bei allen betäubten Forellen
wieder, oder der gesamte Körper der Forelle dunkelte nach, so dass die Strommarken nicht
mehr zu erkennen waren.
61
Ergebnisse
Abb. 8: Darstellung von Strommarken in der Haut einer Regenbogenforelle nach erfolgter
Elektrobetäubung
Wirbelsäulenblutungen traten in unterschiedlicher Größe und Intensität entlang der
Wirbelsäule auf (Abb. 9). Mithilfe eines Bewertungsschemas konnte der Grad der jeweiligen
Blutung beurteilt werden (s. Material und Methoden). Auf Röntgenaufnahmen wurden
Wirbelsäulenbrüche als mögliche Ursache für die Blutungen nicht beobachtet (Abbildung 11).
Abb. 9: Wirbelsäulenblutungen im Filet einer Regenbogenforelle nach erfolgter
Elektrobetäubung
Nach dem Filetieren der Forellen wurde das Filet auf Muskelblutungen untersucht (Abb. 10).
Auch diese Blutungen konnten anhand des Bewertungsschemas, welches auch für die
Wirbelsäulenblutungen verwendet wurde, in der Stärke ihres Auftretens näher beschrieben
werden (s. Material und Methoden).
62
Ergebnisse
Filetblutung
Abb. 10 Filetblutungen in der Muskulatur einer Regenbogenforelle nach erfolgter
Elektrobetäubung
Der pH-Wert wurde im Filet unmittelbar nach dem Töten sowie nach 24 Stunden Lagerung
bei 4°C gemessen. Weiterhin wurde der Laktatspiegel im Blut der betäubten Forellen
gemessen. Die Ergebnisse der pH-Wert-Messungen und der Laktatmessungen sind in Tabelle
21 dargestellt. Im Zuge einer Sektion wurden die Organe Milz, Leber, Niere, Bauchhöhle und
Peritoneum sowie Fett- und Laichgewebe makroskopisch auf durch Elektrobetäubung oder
Betäubung mittels Perkussion hervorgerufene Veränderungen untersucht. Hierbei konnten
keine Veränderungen festgestellt werden.
Maul
Schwimmblase
Rückenflosse
Wirbelsäule
Brustflosse
Gräten
Bauchflosse
Afterflosse
Abb. 11: Röntgenbild einer Forelle nach Elektrobetäubung in laterolateraler Darstellung;
sichtbar sind: Maul; Brustflosse; Bauchflosse; Rückenflosse; Afterflosse; Schwimmblase;
Wirbelsäule; Gräten. Die Forelle zeigte nach der Filetierung Blutungen an der Wirbelsäule.
Im Röntgenbild sind keine Wirbelsäulenbrücke als Ursache für diese Blutungen erkennbar.
Repräsentative Darstellung von insgesamt zwölf röntgenologisch untersuchten Forellen.
63
Ergebnisse
4.4.1 Perkussion
Bei den durch Perkussion betäubten Forellen traten keine Strommarken auf, und es kam nicht
zu Kiemenblutungen. Zu Blutungen entlang der Wirbelsäule und zu Filetblutungen kam es
nur bei einer Forelle. Diese Blutungen waren jeweils nur wenige Millimeter groß und blassrot
gefärbt. Im Vergleich zu den mittels Strom betäubten Forellen traten bei den durch Perkussion
betäubten Forellen die oben beschriebenen Veränderungen im Filet stets signifikant seltener
auf (siehe Tabelle 18).
4.4.2 Pulsierender Strom
Die Häufigkeit sowie die Stärke der Veränderungen im Schlachtkörper, wie Strommarken,
Wirbelsäulenblutungen, Filetblutungen und Kiemenblutungen, sind in Tabelle 16 dargestellt.
Alle Parameter traten häufiger bei den mittels pulsierendem Strom betäubten Forellen als bei
den mittels Perkussion betäubten Forellen auf (Tabelle 18; signifikante Unterschiede
zwischen den Versuchsgruppen sind in Form von Sternchen (*) gekennzeichnet). Bei dem
Vergleich der unterschiedlichen Positionen der Elektrodenplatten wurden ebenfalls
signifikante Unterschiede zwischen den Versuchsgruppen beobachtet. Filetblutungen traten
signifikant seltener bei Forellen auf, die durch Elektrodenplatten an der Kopf-Schwanz-Seite
betäubt wurden als bei den Forellen, bei denen die Platten ober- und unterhalb oder seitlich
positioniert waren (Tabelle 19). Strommarken und Wirbelsäulenblutungen wurden
unabhängig von der Anordnung der Elektrodenplatten in gleicher Intensität und Häufigkeit
beobachtet. Auch die Betäubungszeiten 30 Sekunden und 60 Sekunden führten nicht zu
signifikanten Unterschieden hinsichtlich möglicher Veränderungen im Schlachtkörper
(Tabelle 20). Kiemenblutungen traten nur bei einer Forelle nach einer Betäubungszeit von 30
Sekunden auf. Die dabei verwendete Plattenposition war ober- und unterhalb der Forelle. Bei
allen anderen Einstellungen unter der Verwendung von pulsierendem Strom kam es nicht zu
Kiemenblutungen.
64
Ergebnisse
Tabelle 18: Häufigkeit und Stärke von Veränderungen im Schlachtkörper von Forellen nach
Betäubung mit pulsierendem Strom und durch Perkussion. Registriert wurde das Auftreten
von
Strommarken,
Wirbelsäulenblutungen,
Filetblutungen
und
Kiemenblutungen.
Signifikante Unterschiede zwischen Forellen, die mittels Strom betäubt wurden und durch
Perkussion betäubte Forellen sind durch Sternchen (*) gekennzeichnet.
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Strommarken Häufigkeit
Strommarken Stärke
Wirbelsäulenblutungen Häufigkeit
Wirbelsäulenblutungen Stärke
Filetblutungen Häufigkeit
Filetblutungen Stärke
Kiemenblutungen Häufigkeit
Kiemenblutungen Stärke
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Strommarken Häufigkeit
Strommarken Stärke
Wirbelsäulenblutungen Häufigkeit
Wirbelsäulenblutungen Stärke
Filetblutungen Häufigkeit
Filetblutungen Stärke
Kiemenblutungen Häufigkeit
Kiemenblutungen Stärke
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Strommarken Häufigkeit
Strommarken Stärke
Wirbelsäulenblutungen Häufigkeit
Wirbelsäulenblutungen Stärke
Filetblutungen Häufigkeit
Filetblutungen Stärke
Kiemenblutungen Häufigkeit
Kiemenblutungen Stärke
Kopf/Schwanz
30
60
Summe
*12/16 *8/13
20/31
78
48
126
*9/16 *9/13
19/31
35
42
77
5/16
3/13
8/31
10
7
17
0/16
0/13
0/31
0
0
0
oben/unten
30
60
Summe
*7/10 *7/10
14/10
29
11
40
*10/10 *6/10
16/20
54
21
75
*5/10
4/10
9/20
11
10
21
1/10
0/10
1/20
1
0
1
seitlich
30
60
Summe
3/10 *9/10
12/20
7
29
36
*9/10 *8/10
17/20
54
44
98
*7/10 *7/10
14/20
14
14
28
0/10
0/10
0/20
0
0
0
Perkussion
0/10
0
1/10
1
1/10
1
0/10
0
Tabelle 19: Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers von
Forellen nach der Betäubung mit pulsierendem Strom in Abhängigkeit von der Position der
Elektrodenplatten
Veränderungen des
Schlachtkörpers
Strommarken
Wirbelsäulenblutungen
Filetblutungen
Kiemenblutungen
K/S
o/u
20/31
19/31
8/31
0/31
14/20
16/20
9/20
1/20
seitlich
12/20
17/20
14/20
0/20
S.U.
N.S.
N.S.
K/S<o/u<seitl
N.S.
K/S = Plattenposition Kopf/Schwanz; o/u = Plattenposition oben-unten; S.U. = Signifikante Unterschiede; N.S. =
nicht signifikant
65
Ergebnisse
Tabelle 20: Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers von
Forellen nach der Betäubung mit pulsierendem Strom in Abhängigkeit von der
Betäubungszeit
Sek. = Sekunden; S.U. = Signifikante Unterschiede; N.S. = nicht signifikant
Veränderungen des
Schlachtkörpers
Strommarken
Wirbelsäulenblutungen
Filetblutungen
Kiemenblutungen
Betäubungszeit
30 Sek.
22/36
28/36
17/36
1/36
S.U.
60 Sek.
24/33
23/33
14/33
0/33
N.S.
N.S.
N.S.
N.S.
4.4.3 Wechselstrom
Die Häufigkeit sowie die Stärke von Veränderungen im Schlachtkörper durch Auftreten von
Strommarken, Wirbelsäulenblutungen, Filetblutungen und Kiemenblutungen sind in Tabelle
19 dargestellt. Bei dem Vergleich der einzelnen Einstellung der Elektrobetäubung mit der
Betäubung durch Perkussion kam es zum Auftreten signifikanter Unterschiede. Die
Schlachtkörperveränderungen traten stets häufiger bei den mittels Wechselstrom betäubten
Forellen auf als bei den mittels Perkussion betäubten Forellen. Die signifikanten Unterschiede
sind in Tabelle 21 in Form von Sternchen (*) gekennzeichnet. Kiemenblutungen traten bei
zwei Forellen nach einer Betäubungszeit von 60 Sekunden auf. Die dabei verwendete
Plattenposition war an der Kopf/Schwanz-Seite der Forelle. Die Frequenzeinstellungen, bei
denen Kiemenblutungen auftraten, waren 50 Hz und 1000 Hz. Nach 30 Sekunden kam es bei
der Verwendung von Wechselstrom nicht zu Kiemenblutungen. Die unterschiedlichen
Betäubungsparameter Plattenpositionen, Betäubungszeiten und Frequenzeinstellungen hatten
einen Einfluß auf das Auftreten von Veränderungen im Schlachtkörper von Forellen. Bei
Positionierung der Elektrodenplatten ober- und unterhalb der Forelle traten signifikant
seltener Strommarken auf als bei den beiden anderen Plattenpositionen. Filetblutungen
wurden bei Einstellung der Elektrodenplatten an der Kopf-Schwanz-Seite im Vergleich zu
den anderen beiden Plattenpositionen signifikant seltener festgestellt (Tabelle 22). Nach 30
Sekunden Betäubungszeit traten Wirbelsäulenblutungen signifikant häufiger auf als nach 60
Sekunden Betäubungszeit. Keine Unterschiede wurden bezüglich der Ausbildung von
Strommarken, dem Auftreten von Filetblutungen oder von Kiemenblutungen festgestellt
(Tabelle 23). Die unterschiedlichen Frequenzeinstellungen des Wechselstroms beeinflussten
hingegen das Auftreten der einzelnen Parameter nicht (Tabelle 24).
66
Ergebnisse
Tabelle 21: Häufigkeit und Stärke von Veränderungen im Schlachtkörper von Forellen nach
Betäubung mit Wechselstrom und durch Perkussion. Registriert wurde das Auftreten von
Strommarken, Wirbelsäulenblutungen, Filetblutungen, und Kiemenblutungen. Signifikante
Unterschiede zwischen Forellen, die mittels Strom betäubt wurden und durch Perkussion
betäubte Forellen sind durch Sternchen (*) gekennzeichnet.
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Strommarken Häufigkeit
Strommarken Stärke
Wirbelsäulenblutungen Häufigkeit
Wirbelsäulenblutungen Stärke
Filetblutungen Häufigkeit
Filetblutungen Stärke
Kiemenblutungen Häufigkeit
Kiemenblutungen Stärke
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Strommarken Häufigkeit
Strommarken Stärke
Wirbelsäulenblutungen Häufigkeit
Wirbelsäulenblutungen Stärke
Filetblutungen Häufigkeit
Filetblutungen Stärke
Kiemenblutungen Häufigkeit
Kiemenblutungen Stärke
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Strommarken Häufigkeit
Strommarken Stärke
Wirbelsäulenblutungen Häufigkeit
Wirbelsäulenblutungen Stärke
Filetblutungen Häufigkeit
Filetblutungen Stärke
Kiemenblutungen Häufigkeit
Kiemenblutungen Stärke
Perkussion
Strommarken Häufigkeit
Strommarken Stärke
Wirbelsäulenblutungen Häufigkeit
Wirbelsäulenblutungen Stärke
Filetblutungen Häufigkeit
Filetblutungen Stärke
Kiemenblutungen Häufigkeit
Kiemenblutungen Stärke
Kopf/Schwanz
50
*10/14
66
*14/14
65
5/14
13
0/14
0
30
100
*8/10
63
*7/10
25
4/10
19
0/10
0
50
*7/10
50
*10/10
47
*6/10
17
0/10
0
30
100
3/10
16
*10/10
40
*6/10
11
0/10
0
50
*7/10
66
*10/10
71
*8/10
32
0/10
0
30
100
*10/10
52
*9/10
41
*5/10
19
0/10
0
0/10
0
1/10
0
1/10
1
0/10
0
67
1000
50
*7/10
*10/14
39
71
*9/10
*12/14
46
43
4/10
4/14
11
8
0/10
1/14
0
1
oben/unten
1000
50
4/10
*5/10
12
23
*9/10
*7/10
31
35
*7/10
*6/10
9
14
0/10
0/10
0
0
seitlich
1000
*5/10
22
*9/10
45
*6/10
27
0/10
0
50
*7/10
36
*9/10
39
*7/10
13
0/10
0
60
100
*10/10
75
*10/10
90
*6/10
18
0/10
0
1000
*9/11
69
*11/11
79
*7/11
17
1/11
1
60
100
*4/10
20
*208/10
33
4/10
7
70/10
0
1000
3/10
9
*8/10
52
*7/10
13
0/10
0
60
100
*9/10
76
*8/10
36
*6/10
25
0/10
0
1000
*7/10
24
*7/10
48
*8/10
25
0/10
0
Ergebnisse
Tabelle 22: Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers von
Forellen nach der Betäubung mit Wechselstrom in Abhängigkeit von der Position der
Elektrodenplatten
Schlachtkörpermerkmale
Strommarken
Wirbelsäulenblutungen
Filetblutungen
Kiemenblutungen
K/S
o/u
seitlich
54/69
63/69
30/69
2/69
26/60
52/60
36/60
0/60
S.U.
46/60
52/60
40/60
0/60
o/u < K/S, seitlich
N.S.
K/S < o/u < seitlich
N.S.
Legende s. Tab. 19
Tabelle 23: Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers von
Forellen nach der Betäubung mit Wechselstrom in Abhängigkeit von der Betäubungszeit
Schlachtkörpermerkmale
Strommarken
Wirbelsäulenblutungen
Filetblutungen
Kiemenblutungen
30 Sek.
60 Sek.
61/94
87/94
51/94
0/94
S.U.
64/95
80/95
55/95
2/95
N.S.
30 Sek. > 60 Sek.
N.S.
N.S.
Legende s. Tab. 20
Tabelle 24: Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers von
Forellen nach der Betäubung mit Wechselstrom in Abhängigkeit von der Frequenz
Schlachtkörpermerkmale
Strommarken
Wirbelsäulenblutungen
Filetblutungen
Kiemenblutungen
50 Hz
100 Hz
36/61
53/61
39/61
1/61
44/60
52/60
31/60
0/60
1000 Hz
S.U.
46/68
62/68
36/68
1/68
N.S.
N.S.
N.S.
N.S.
Hz = Herz; S.U. = Signifikante Unterschiede; N.S. = nicht signifikant
4.4.4 Vergleich
pulsierender
Strom
und
Wechselstrom
hinsichtlich
der
Schlachtkörpermerkmale
Bei dem Vergleich der unterschiedlichen Stromarten wiesen die Forellen, die mittels
Wechselstrom betäubt wurden, signifikant stärker und häufiger Wirbelsäulenblutungen und
Filetblutungen auf als die Forellen, die mittels pulsierendem Strom betäubt wurden. Die
Mittelwerte und signifikanten Unterschiede der Schlachtkörpermerkmale hinsichtlich der
Stärke und Häufigkeit ihres Auftretens sind in Tabelle 25 dargestellt.
68
Ergebnisse
Tabelle
25:
Signifikante
Unterschiede
in
der
Stärke
und
Häufigkeit
der
Schlachtkörpermerkmale Strommarken, Wirbelsäulenblutungen und Filetblutungen in
Abhängigkeit von der Stromart; angegeben sind Mittelwerte und Standardabweichungen
Stärke
Schlachtkörpermerkmale
Strommarken
Wirbelsäulenblutungen
Filetblutungen
pS
3,06±3,41
3,58±3,53
0,92±1,26
WS
3,99±5,05
4,63±3,64
1,71±2,21
Häufigkeit
S.U.
N.S.
pS<WS
pS<WS
pS<>W
N.S.
pS<WS
pS<WS
Legende: pS = pulsierender Strom; WS = Wechselstrom; S.U. = signifikante Unterschiede; N.S. = nicht
signifikant
4.4.5 pH-Messungen
Die pH-Werte im frischen Filet (pH1) lagen zwischen 6,38 und 7,4. Die pH-Werte nach
Lagerung (pH2) lagen zwischen 6,18 und 7,20. Aufgrund der beiden Meßwerte für den pHWert konnte eine Differenz nach 24 Stunden berechnet werden und damit festgestellt werden,
ob es während der Lagerung zu einem pH-Anstieg oder einem pH-Abfall kam. Bei einzelnen
Forellen kam es zu einem pH-Anstieg nach 24 Stunden Lagerung. Der stärkste Anstieg mit
0,57 pH-Stufen konnte bei einer Forelle beobachtet werden, die bei der Verwendung von
pulsierendem Strom, einer Betäubungszeit von 30 Sekunden und der Position der
Elektrodenplatten an der Kopf/Schwanz-Seite betäubt wurde. Im Mittel kam es jedoch stets zu
einem Abfall der pH-Werte um 0,13 pH Stufen. Der stärkste pH-Abfall war nach Betäubung
mit Wechselstrom mit 1000 Hz/30 Sek./ Elektrodenplatten K/S mit im Mittel 0,265 pH-Stufen
zu beobachten. Die Mittelwerte und Standardabweichungen sind in Abbildung 12 und 13
sowie in Tabelle 26 dargestellt. Bei den mittels Perkussion betäubten Forellen kam es stets zu
einem Abfall des pH-Wertes nach 24 Stunden. Im Mittel lagen bei diesen Forellen die pH1Werte bei 6,88 ± 0,15 und die pH2-Werte bei 6,74 ± 0,16. Signifikante Unterschiede der pHWerte zwischen den mittels Strom betäubten Forellen und den mittels Perkussion betäubten
Forellen sind in Tabelle 26 mit einem Sternchen (*) gekennzeichnet. Bei den Einstellungen
der Elektrodenplatten ober- und unterhalb der Forelle, 1000 Hz und 30 Sekunden war die pHDifferenz signifikant niedriger als bei den mittels Perkussion betäubten Forellen. Bei den
Einstellungen der Platten seitlich, 1000 Hz und 60 Sekunden war der pH2-Wert signifikant
niedriger als der pH2-Wert bei den mittels Perkussion betäubten Forellen. Bei der
Verwendung von pulsierendem Strom traten keine signifikanten Unterschiede der pH-Werte
in Abhängigkeit der Betäubungszeit oder der Plattenposition auf. Bei der Verwendung von
69
Ergebnisse
Wechselstrom wiesen die mit 50 Hz betäubten Forellen die im Mittel höchsten pH-Werte auf,
sowohl unmittelbar nach der Betäubung als auch 24 Stunden später. Die niedrigsten pH-Werte
konnten jeweils bei der Einstellung 100 Hz gemessen werden. Die größten Veränderungen der
pH-Werte innerhalb von 24 Stunden konnten bei der Einstellung der Platten an der
Kopf/Schwanz-Seite beobachtet werden (Tabelle 27).
Weiterhin wurde untersucht, ob das Auftreten von Muskelkontraktionen, Körperzittern und
Schnappatmung Rückschlüsse auf pH-Werte im Filet der Forellen erlaubt. Keiner der
Parameter hatte einen Einfluss auf die pH1- und pH2-Werte. Bei Forellen mit Körperzittern
wurde jedoch ein stärkerer Abfall des pH-Wertes während der Lagerung gemessen, als bei
Forellen, die dieses Verhalten nicht zeigten. (Tabelle 28).
70
Ergebnisse
Tabelle 26: Laktatspiegel im Blutplasma und pH-Werte im Filet von Forellen nach Betäubung
durch
Perkussion
oder
elektrischen
Strom;
angegeben
sind
Mittelwerte
und
Standardabweichungen
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Laktat [mg/dl]
pH1
pH2
pH-Differenz
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Laktat [mg/dl]
pH1
pH2
pH-Differenz
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Laktat [mg/dl]
pH1
pH2
pH-Differenz
Plattenposition
Betäubungszeit [Sek.]
Frequenz [Hz]
Laktat [mg/dl]
pH1
pH2
pH-Differenz
Perkussion
Laktat [mg/dl]
pH1
pH2
pH-Differenz
pulsierender Strom
Kopf/Schwanz
oben/unten
seitlich
30
60
30
60
30
60
*10,99±5,83
*8,35±1,62 *11,67±7,10 *16,25±5,33
*8,30±2,22 *9,16±2,08
6,87±0,32
6,95±0,11
6,92±0,15
6,87±0,15
6,92±0,21
7,01±0,16
6,69±0,14
6,72±0,17
6,76±0,22
6,69±0,16
6,63±0,2
6,81±0,15
0,07±0,31
0,23±0,10
0,17±0,12
0,19±0,0,5
0,29±0,21
0,2±0,08
Wechselstrom
Kopf/Schwanz
30
60
50
100
1000
50
100
1000
*10,47±3,49 *25,08±10,70 *9,99±1,41 *10,75±2,91 *10,27±1,09 *13,63±3,60
7,04±0,19
6,75±0,16 *6,85±0,08
6,80±0,21
6,79±0,14
6,89±0,13
6,64±0,16
6,68±0,18
6,66±0,13
6,79±0,25
6,78±0,10
6,65±0,27
0,27±0,17
0,11±0,08
0,17±0,14
0,14±0,09
0,14±0,22
0,10±0,15
oben/unten
30
60
50
100
1000
50
100
1000
*10,04±3,61
*9,98±4,24 *20,81±7,52 *9,49±1,64 *10,95±2,19 *10,69±1,07
6,80±0,11
6,66±0,12
6,76±0,09 *6,83±0,11
6,79±0,17
7,08±0,12
6,73±0,13
6,63±0,15
6,63±0,12 *6,70±0,19
6,70±0,19
6,98±0,10
0,14±0,23
0,03±0,12 *0,13±0,17
0,14±0,23
0,09±0,05
0,10±0,07
seitlich
30
60
50
100
1000
50
100
1000
*7,56±1,38 *11,80±3,14 *9,90±2,85 *18,40±6,77 **12,17±2,75 *10,24±0,92
6,83±0,12
6,84±0,17
6,89±0,13
6,64±0,15
6,78±0,11
6,79±0,13
6,69±0,11
6,77±0,21
6,84±0,11
6,54±0,16
6,64±0,14 *6,79±0,14
0,14±0,05
0,07±0,07
0,05±0,05
0,10±0,08
0,13±0,08
0,00±0,02
1,45±0,88
6,88±0,15
6,74±0,16
0,14±0,11
(*) signifikante Unterschiede zwischen durch Strom und durch Perkussion betäubte Forellen
pH1 (pH-Wert unmittelbar nach Elektrobetäubung; pH2 (pH-Wert nach 24 Stunden Lagerung bei 4°C)
71
Ergebnisse
Tabelle 27: Veränderung der Laktatspiegel im Blut und des pH-Wertes im Filet von
Regenbogenforellen
nach
Schlachtkörpermerkmale
in
Betäubung:
Auftreten
Abhängigkeit
der
signifikanter
Stromart,
der
Unterschiede
der
Betäubungszeit,
der
Plattenposition und der Frequenz
pulsierender Strom
Laktat [mg/dl]
seitlich, K/S < o/u
Wechselstrom
Laktat [mg/dl]
pH1
pH2
pH-Differenz
1000 < 50, 100
100 + 1000 < 50 + 1000
100, 1000 < 50
seitlich, o/u < K/S
K/S = Plattenposition Kopf/Schwanz; o/u = Plattenposition oben-unten; seitlich = Plattenposition seitlich
pH
7,4
7,2
7
6,8
pH1
6,6
pH2
6,4
6,2
6
K/S 30 s
K/S 60 s
o/u 30 s
o/u 60 s
seitlich 30 s seitlich 60 s
Abb. 12: pH-Werte im Filet von Forellen nach der Betäubung mit pulsierendem Strom.
Dargestellt sind Mittelwerte und Standardabweichungen von Meßwerten des pH-Wertes nach
Schlachtung (pH1) sowie nach 24 h Lagerung des Filets bei 4 °C (pH2).
72
Ergebnisse
pH 7,4
7,2
7
6,8
pH1
6,6
pH2
6,4
6,2
6
5,8 50 100 1000 50
K/S 30
K/SSek.
K/S K/S
50 100 1000 50
K/S
30 30 30 60
100 1000 50 100 1000 50 100 1000 50 100 1000 50 100 1000
K/SSek.
K/S o/u 30
o/uSek.
o/u o/u 60o/uSek.o/u seitl 30
seitlSek.
seitl seitl60
seitl
seitl
60
Sek.
100 1000 50 100 1000 50 100 1000 50 100 1000 50 100 1000
o/u
seitl
60 60 30 30 30 60 60 60 30 30 30 60 60 60
Abb. 13: pH-Werte im Filet von Forellen nach der Betäubung mit Wechselstrom. Dargestellt
sind Mittelwerte und Standardabweichungen von Messwerten des pH-Wertes nach
Schlachtung (pH1) sowie nach 24 h Lagerung des Filets bei 4 °C (pH2).
50 = 50 Hz; 100 = 100 Hz; 1000 = 1000 Hz; Sek. = Sekunde; K/S = Plattenposition Kopf/Schwanz; o/u =
Plattenposition oben-unten; seitl = Plattenposition seitlich
73
Ergebnisse
Tabelle 28: Laktatspiegel im Plasma und pH-Werte im Filet bei Forellen mit
Muskelkontraktionen, Körperzittern und Schnappatmung nach Betäubung; angegeben sind
Mittelwerte und Standardabweichungen
Muskelkontraktionen
Messparameter
positiv/negativ
pos
12
neg 190
pos
12
neg 190
pos
12
neg 190
pos
12
neg 190
Körperzittern
Laktat [mg/dl]
pH1
pH2
pH-Differenz
Messparameter
positiv/negativ
n
pos
38
neg 164
pos
38
neg 164
pos
38
neg 164
pos
38
neg 164
Schnappatmung
Laktat [mg/dl]
pH1
pH2
pH-Differenz
Messparameter
n
positiv/negativ
Laktat [mg/dl]
pH1
pH2
pH-Differenz
pos
neg
pos
neg
pos
neg
pos
neg
n
38
164
38
164
38
164
15
187
Messwerte
S.U./N.S.
5,67±3,10
pos < neg
11,77±6,05
6,88±0,22
N.S.
6,84±0,17
6,75±0,17
N.S.
6,71±0,18
0,13±0,20
N.S.
0,13±0,14
Messwerte
S.U./N.S.
6,62±3,88
pos < neg
12,52±5,98
6,87±0,17
N.S.
6,84±0,17
6,69±0,17
N.S.
6,72±0,19
0,18±015
pos > neg
0,12±0,12
Messwerte
S.U./N.S.
7,6±2,9
pos < neg
11,71±6,18
6,89±0,19
N.S.
6,84±0,17
6,77±0,13
N.S.
6,71±0,18
0,12±0,16
N.S.
0,13±0,14
Legende s. Tabelle 15
4.4.6 Laktatmessungen
Die im Blut der Forellen nach Betäubung gemessenen Laktatwerte lagen im Mittel zwischen
1,45 und 25,08 mg/dl. Die Laktatwerte der Forellen, die mittels Perkussion betäubt wurden,
waren signifikant niedriger als die Werte der mit pulsierendem Strom oder Wechselstrom
betäubten Forellen. Die im Mittel höchsten Laktatwerte konnten im Blut von Forellen
74
Ergebnisse
gemessen werden, die mittels Wechselstrom betäubt wurden (Tabelle 29). Wie bei den
Cortisolwerten wurden auch die bei den einzelnen Einstellungen der Elektrobetäubung
gemessenen Laktatwerte mit den Ergebnissen der Laktatmessungen der durch Perkussion
betäubten Forellen verglichen. Die Werte, die von den mittels Strom betäubten Forellen
gemessen wurden, waren stets signifikant höher als die der mittels Perkussion betäubten
Forellen. Die signifikanten Unterschiede sind in Tabelle 26 in Form von Sternchen (*)
gekennzeichnet. Bei der Verwendung von pulsierendem Strom bestanden signifikante
Unterschiede bei der unterschiedlichen Positionierung der Elektrodenplatten. Die höchsten
Werte wurden bei den Forellen gemessen, die bei der Plattenposition an der Kopf/SchwanzSeite betäubt wurden, die signifikant niedrigsten Werte von den Forellen, die bei der
seitlichen Plattenposition betäubt wurden. Bei der Verwendung von Wechselstrom traten
signifikante Unterschiede bei den unterschiedlichen Frequenzeinstellungen auf. Die im Mittel
höchsten Werte konnten bei der Einstellung 100 Hz, die niedrigsten bei der Einstellung 1000
Hz gemessen werden (Tabelle 27). Weiterhin wurden die Messwerte in Abhängigkeit vom
Auftreten von Körperzittern, Schnappatmung und Muskelkontraktionen untersucht. Bei
Forellen, die dieses Verhalten zeigten, wurden signifikant niedrigere Laktatwerte gemessen
als bei Forellen, bei denen diese Verhaltensmerkmale nicht auftraten (Tabelle 28).
Erhöhte Laktatwerte im Plasma spiegelten sich nicht durch geringere pH-Werte im Filet der
untersuchten Forellen wider. Wurden pH-Werte im Filet und Laktatspiegel im Plasma in
einem Korrelationsdiagramm aufgetragen, war kein Zusammenhang erkennbar (siehe Abb.
14). Auch der Korrelationskoeffizient legt dar, dass die Werte in keinem Zusammenhang
stehen. Der Korrelationskoeffizient der pH1-Werte und der Laktatwerte liegt bei -0,28. Der
Korrelationskoeffizient der pH2-Werte und der Laktatwerte liegt bei -0,15.
Tabelle 29: Signifikante Unterschiede im Plasma - Laktatspiegel und pH-Wert des Filets
zwischen unterschiedlich betäubten Forellen
Messparameter
Laktat [mmol/l]
pH1
pH2
pH-Differenz
Auswertung
P < pS < WS
P + WS < pS + P
N.S.
WS < P < pS
Legende s. Tabelle 13
75
Ergebnisse
Wechselstrom ; Plattenposition Kopf-Schw anz
pH
7,60
7,40
7,20
7,00
pH1
6,80
6,60
6,40
6,20
6,00
0,00
pH2
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
Laktat m g/dl
Abb. 14: Korrelationsdiagramm der pH-Werte im Filet und der Laktatspiegel im Plasma
76
Diskussion
___________________________________________________________________________
5
5.1
DISKUSSION
Ist Elektrobetäubung tierschutzgerecht?
Als Vorbereitung für den Schlachtprozess wird elektrischer Strom zur Betäubung bei einer
Vielzahl von Schlachttieren eingesetzt (NOWAK 2003). Auch für Fische wurden
unterschiedlichste Verfahren entwickelt, aber es gibt erhebliche Zweifel an ihrer Effektivität
(ROBB 2002). Elektrischer Strom kann durch wiederholte Stimulierung von Muskelfasern
eine Paralyse der Muskulatur bewirken, so dass das Tier bewegungslos ist. Dieser Zustand ist
jedoch nicht immer mit einem Verlust von Reizwahrnehmungen verbunden und kann für das
Tier sehr schmerzhaft sein und Stress auslösen (ROBB 2008). Deshalb ist sofortiger Verlust
der Reizwahrnehmung bis zum Eintritt des Todes wichtigstes Kriterium für eine
tierschutzgerechte Betäubung, um Schmerzen und Leiden bei der Tötung von Fischen zu
vermeiden (MINISTRY OF AGRICULTURE 1995). Ein Verlust von Reizwahrnehmungen
kann auf einer Inhibierung der Reizweiterleitung durch sensorische Nerven beruhen oder das
Resultat einer Dysfunktion des Gehirns darstellen. Objektiv lässt sich dieser Zustand nur
anhand von EEG-Messungen beurteilen. So kann ermittelt werden, ob und wann nach dem
Einsatz des „Betäubungsverfahrens“ Fische ihre Empfindlichkeit gegenüber Reizen verloren
haben, und wie lange dieser Zustand anhält (GREGORY 1987). Auf diese Weise lässt sich bei
Fischen beurteilen, ob mit dem angewandten „Betäubungsverfahren“ in der Tat eine
Betäubung und der Verlust der Reizwahrnehmung erzielt wurde, oder ob lediglich eine
Immobilisierung resultierte. Experimentell wurde dieses bei Fischen durch Ableiten von
„sensory evoked responses“ als Reaktionen des Gehirns auf taktile Reize (LAMBOOIJ et al.
2002) sowie durch „visual evoked responses“ (VER) des Gehirns auf Lichtblitze (ROBB et al.
2002) analysiert. In der vorliegenden Studie zeigte sich, dass der Einsatz von elektrischem
Strom bei Regenbogenforellen den Verlust der Reizempfindung zu induzieren vermochte, und
dass dieser Zustand über einen Zeitraum von bis zu 20 Minuten anhielt. Damit ist ein
wichtiges Kriterium erfüllt, das an ein tierschutzgerechtes Betäubungsverfahren gestellt wird
(MINISTRY OF AGRICULTURE 1995; ROBB 2008).
Zur Vorbereitung auf den Schlachtprozess soll die Betäubung anhalten, bis eine Tötung
erfolgt. Dieses geschieht bei großen Lachsen (Atlantic salmon) oder Karpfen (Cyprinus
carpio) durch Ausbluten, wobei das Tier aufgrund einer Anoxie im Gehirn, bedingt durch den
Blutverlust, stirbt. Bei kleineren Regenbogenforellen tritt die Anoxie bereits innerhalb
weniger Minuten nach erfolgter Betäubung ein, oder die Elektrobetäubung induziert
77
Diskussion
___________________________________________________________________________
gleichzeitig einen Herzstillstand (ROBB 2008). In der vorliegenden Untersuchung dauerte die
durch elektrischen Strom induzierte Betäubung der Regenbogenforellen und somit die
Ausschaltung der Reizwahrnehmung bis zum Eintritt des Todes an. Dieses konnte anhand
aufgezeichneter Elektroenzephalogramme belegt werden.
Bereits Robb und Mitarbeiter (ROBB et al. 2002), Lines und Kestin (LINES u. KESTIN
2004) und Lambooij und Mitarbeiter (LAMBOOIJ et al. 2002) zeigten, dass eine Vielzahl von
Variablen auf das Ergebnis der Elektrobetäubung einwirken. Bei der Regenbogenforelle und
dem Atlantischem Lachs konnte eine Korrelation von Betäubungserfolg mit der verwendeten
Stromdichte, Dauer der Einwirkung und Frequenz beobachtet werden (ROBB et al. 2002;
ROBB u. ROTH 2003; LINES u. KESTIN 2004). Die Betäubungsdauer, also die Zeit, in der
sich die Tiere als unempfindlich gegenüber Reizen erwiesen, verlängerte sich mit steigender
Stromdichte und längerer Einwirkzeit des elektrischen Stroms und nahm bei Verwendung von
Strom mit höherer Frequenz als 50 Hz ab. In diesen Studien (ROBB et al. 2002) wurden
Fische dem elektrischen Strom für wenige Sekunden ausgesetzt und die Zeit bis zum
Wiedererlangen der Reizempfindung bestimmt. In den vorliegenden Untersuchungen sollte
die Betäubung bis zum Tod der Tiere andauern, deshalb wurden lange Einwirkzeiten von 30
und 60 Sekunden gewählt. Anhand von EEG-Messungen und Beobachten von
Verhaltensmerkmalen ließ sich zeigen, dass sich sechs von 131 Forellen erholten, die über 30
Sekunden betäubt wurden und nur eine von 130 Forellen, die über 60 Sekunden betäubt
wurde. Unter der Vorraussetzung, dass eine ausreichend hohe Stromdichte während der
Betäubung erreicht wird, spielte die Betäubungszeit jedoch nur eine untergeordnete Rolle.
Eine Stromdichte von mehr als 0,1 A/dm² führte sowohl nach 30 Sekunden als auch nach 60
Sekunden ausreichend sicher und lange zum Verlust der Reizwahrnehmung der Forellen. Nur
eine von 140 Forellen, die mit einer Stromdichte von mehr als 0,1 A/dm² betäubt wurden,
erholte sich nach einer Betäubungszeit von 30 Sekunden wieder. Bei einer Stromdichte von
weniger als 0,1 A/dm² erholten sich hingegen sechs von insgesamt 120 Forellen. Fünf dieser
sechs Forellen wurden über 30 Sekunden betäubt, eine Forelle wurde über 60 Sekunden
betäubt. Auch die Arbeiten von Lines (LINES u. KESTIN 2004) zeigten, dass die bei der
Anwendung von elektrischem Strom erzielte Feldstärke den Betäubungserfolg entscheidend
beeinflusst. Andere Parameter, wie die Position der Elektrodenplatten im Betäubungstank
oder die unterschiedlichen Frequenzen hatten bei der gewählten Betäubungszeit und den
erzielten Feldstärken von mehr als 0,1 A/dm2 keinen signifikanten Einfluss auf den Verlust
der Reizempfindlichkeit der Forellen. Somit konnte für die hier gewählten Einstellungen die
78
Diskussion
___________________________________________________________________________
Beobachtung von Lines, dass mit ansteigender Frequenz die Dauer der Reizunempfindlichkeit abnimmt (LINES et al. 2003), nicht bestätigt werden. Die Stromart hatte
ebenso keinen signifikanten Einfluss auf den Verlust der Reizwahrnehmung.
Die Forellen waren nach Anwendung des elektrischen Stroms in der Mehrzahl der Fälle nicht
vollständig bewegungslos, sondern zeigten Verhaltensmerkmale wie z.B. Körperzittern,
Flossenzittern oder Kiemendeckelzittern. Die Relevanz dieser Verhaltensmerkmale für eine
Beurteilung des Betäubungserfolges konnte bei Forellen erarbeitet werden, bei denen
gleichzeitig Elektro-Enzephalogramme abgeleitet wurden. Zeigten Forellen nach der
Betäubung deutliche Atemzüge und einen erkennbaren Augendrehreflex, ließen sich auch
stets „VERs“, also „Visuell Evozierte Reaktionen“ ableiten. Es ist davon auszugehen, dass die
Forellen in diesem Fall ihre Reizempfindlichkeit nicht verloren hatten oder wiedererlangten.
Auch bei dem Atlantischen Lachs konnten Robb und Mitarbeiter (ROBB et al. 2002; ROBB
u. ROTH 2003) einen Zusammenhang zwischen dem Ausbleiben des Atemreflexes und dem
Verlust von VERs beobachten. Es ist somit möglich, anhand der Verhaltensmerkmale
Atmung und Augendrehreflex den Zustand der Reizempfindlichkeit der Forellen auch ohne
EEG-Untersuchungen zu ermitteln. Die übrigen bei Forellen nach der Anwendung von
elektrischem Strom beobachteten Verhaltensmerkmale Kiemendeckelzittern, Flossenzittern,
Körperzittern, Schnappatmung und Muskelkontraktionen traten in unregelmäßiger Häufigkeit
unabhängig von der Betäubungstiefe der Forellen auf und ließen sich somit zur Beurteilung
der Reizempfindung nicht heranziehen. Allerdings wurden diese Verhaltensmerkmale nach
einer Betäubungszeit von 30 Sekunden häufiger beobachtet als nach 60 Sekunden. Somit
scheint eine Betäubungszeit von 30 Sekunden unabhängig von der Stromdichte sowohl
hinsichtlich
des
Verlustes
der
Reizwahrnehmung
als
auch
hinsichtlich
der
Verhaltensreaktionen als zu kurz für eine sichere und tierschutzgerechte Betäubung zu sein.
In der Gesamtschau zeigen unsere Befunde, dass bei Einwirkung einer Stromdichte von mehr
als 0,1 A/dm² eine Unempfindlichkeit gegenüber Reizen über einen ausreichend langen
Zeitraum bereits nach einer Einwirkzeit von 30 Sekunden erreicht wurde. Die besten
Betäubungsergebnisse hinsichtlich des Verlustes der Reizwahrnehmung und hinsichtlich
weiterer zu beobachtender Verhaltensmerkmale wie Flossenzittern, Kiemendeckelzittern,
Körperzittern, Schnappatmung und Muskelkontraktionen konnten bei ausreichend hohen
Stromdichten in Kombination mit einer Betäubungszeit von 60 Sekunden erzielt werden.
Stromart, Frequenz und Position der Elektrodenplatten hatten nur einen geringen Einfluss auf
den Betäubungserfolg. Diese Beobachtungen sind bedeutsam für die Beurteilung von
79
Diskussion
___________________________________________________________________________
Verfahren zur Elektrobetäubung von Fischen: sie bedeuten, dass sowohl die Stromdichte als
auch die Betäubungszeit die für eine tierschutzgerechte Betäubung ausschlaggebenden
Parameter sind.
In Tabelle 30 sind Stromart, Stromdichte und Betäubungszeit hinsichtlich ihrer Auswirkung
auf Betäubungserfolg und Tierschutz zusammenfassend bewertet.
Tabelle 30: Zusammenfassende Bewertung von Stromart, Stromdichte und Betäubungszeit im
Hinblick auf Betäubungserfolg und Tierschutz
Parameter
Empfehlung
Bemerkung
Stromart
Kein signifikanter Einfluss
auf Betäubungserfolg
pS = 4 % Erholung (3/72)
WS = 2 % Erholung (4/189)
P = 20 % Erholung (2/10)
(pulsierender Strom und
Wechselstrom)
Stromdichte
> 0,1 A/dm²
Betäubungszeit
60 Sekunden
(gilt für pulsierenden Strom)
bei > 0,1 A/dm² auch 30
Sekunden ausreichend
pS: pulsierender Strom; WS: Wechselstrom; P: Perkussion
5.2
Stressbelastung
Alle Prozesse, die mit dem Schlachten von Speisefischen in Verbindung stehen, wie das
Konzentrieren der Fische in einer Hälterung, das Herausfangen von Fischen aus Teichen oder
Tanks sowie der Transport von Fischen, wirken sich belastend auf Fische aus und werden als
Stress wahrgenommen (ROBB 2008). Entsprechend der Belastung können durch Stress
bedingte physiologische Reaktionen und biochemische Prozesse in unterschiedlicher Weise
ausgelöst werden, die sowohl im Fleisch als auch im Blut post mortem ablaufen und die
Qualität des Schlachtkörpers beeinflussen. Unter Gesichtspunkten des Tierschutzes ist zudem
ein schonender Umgang der Fische während der Schlachtung geboten. Unter Stress kommt es
z.B. zum Anstieg des Cortisolspiegels im Blut. Cortisol wird beim Fisch sowohl als Langzeitals auch als Kurzzeitindikator für Stressbelastung herangezogen (PICKERING et al. 1982;
PICKERING 1985; WENDELAAR BONGA 1997) und eignet sich deshalb auch als
Indikator zur Beurteilung der Belastung, die unmittelbar mit dem Betäubungsprozess
verbunden ist. Außerdem erfolgt bei Fischen in Stresssituationen eine vermehrte
Durchblutung der Kiemen, was im Süßwasser zu einem verstärkten Wassereinstrom und
80
Diskussion
___________________________________________________________________________
einem verstärkten Ionenverlust führt (WENDELAAR BONGA 1997). Dieses kann als
erniedrigte Natriumwerte im Blut gemessen werden. Zusätzlich wird durch erhöhte
Herztätigkeit vermehrt Sauerstoff benötigt. Dadurch steigt der Hämatokritwert. Erhöhte
Hämatokritwerte als Effekt einer Stresssituation beobachtete auch Parisi vor der Schlachtung
von Fischen (PARISI et al. 2001).
Um die unmittelbare Stressbelastung durch den Schlachtvorgang darzustellen, wurden in der
vorliegenden Studie im Serum betäubter Fische Spiegel von Cortisol und Natrium sowie
Hämatokritwerte gemessen. Insgesamt konnten stets niedrigere Cortisolwerte und höhere
Natriumwerte bei den mittels Strom betäubten Forellen gemessen werden als bei den mittels
Perkussion betäubten Forellen. Somit zeigten sowohl die Cortisol- als auch die Natriumwerte
eine geringere Stressbelastung nach elektrischer Betäubung an als nach Perkussion. Dabei
führte der Einsatz von pulsierendem Strom stets zu niedrigeren Cortisolwerten als der Einsatz
von Wechselstrom. Weiteren Einfluss auf den Cortisolspiegel nahm die Einwirkzeit des
elektrischen Stroms. Bei einer Betäubungszeit von 60 Sekunden wurden deutlich höhere
Cortisolwerte gemessen als nach einer Betäubungszeit von nur 30 Sekunden. Dies lässt darauf
schließen, dass die Einwirkung von elektrischem Strom über längere Zeit eine höhere
Stressbelastung für Forellen darstellt. Einflüsse der Stromart und der Betäubungszeit auf den
Natriumspiegel waren nicht zu messen. Weitere Betäubungsparameter wie Position der
Elektrodenplatten oder verwendete Frequenz des Wechselstroms hatten keinen Einfluss auf
die Cortisolwerte, wohl aber auf den Natriumspiegel. Sowohl bei der Verwendung von
pulsierendem Strom als auch bei der Verwendung von Wechselstrom führte die seitliche
Position der Elektrodenplatten und die Verwendung von 50 Hz zu den niedrigsten
Natriumwerten im Blut. Demnach sind zur Stressvermeidung die Plattenpositionen an der
Kopf/Schwanz-Seite oder ober- und unterhalb der Forellen sowie die Verwendung von 100
oder 1000 Hz vorzuziehen.
Die unterschiedlichen Einflüsse der Betäubungsparameter zeigen, dass die Regulation des
Elektrolythaushaltes
(Natriumspiegel)
nicht
ausschließlich
auf
Ausschüttung
von
Stresshormonen beruht. In der Literatur wird diskutiert, dass der Natriumhaushalt über
Ionenverluste an Kieme und Niere sowie durch Salzaufnahme am Kiemenepithel bestimmt
wird (EVANS 1993). In der hier vorliegenden Studie wurden bei Forellen, die
Muskelkontraktionen und Körperzittern zeigten, signifikant niedrigere Natriumwerte
gemessen. Diese Verhaltensmerkmale hatten keinen Einfluss auf die Cortisolwerte. Dies lässt
darauf schließen, dass Muskelaktivität den Natriumspiegel beeinflusst. Vergleichbare
81
Diskussion
___________________________________________________________________________
Untersuchungen zur Stressbelastung von Fischen durch den Prozess der Elektrobetäubung
liegen nach unserem Wissen bisher nicht vor. Die Einflüsse der Betäubungsparameter auf
Cortisol- und Natriumspiegel korrelierten nicht mit den in dieser Studie gemessenen
Hämatokritwerten. Die im Mittel niedrigsten Werte wurden bei Forellen ermittelt, die mittels
Perkussion betäubt wurden. Somit konnte ein niedriger korpuskulärer Anteils des Blutes am
Gesamtvolumen bei Tieren mit erhöhten Cortisol- und niedrigen Natiumspiegeln gemessen
werden. Die Beobachtung von Parisi, dass der Hämatokrit im Zusammenhang mit Stress
ansteigt, konnte in diesen Untersuchungen nicht bestätigt werden. In dieser Studie konnten
demnach keine Rückschlüsse auf die Stressbelastung während der Betäubung anhand von
Hämatokritwerten gezogen werden.
Die Daten zeigen, dass die Tiere durch die Elektrobetäubung einer geringeren Stressbelastung
ausgesetzt sind als beim Abschlagen. Eine Ursache hierfür könnte darin bestehen, dass die
Tiere während der Betäubung im Wasser verbleiben und bei der Perkussion aus dem Wasser
herausgenommen werden. Hierfür müssen die Forellen mit einem Kescher eingefangen und
aus dem Hälterungstank herausgenommen werden. Physiologische Studien an Karpfen
(WEYTS et al. 1999) und Regenbogenforellen (MAZEAUD et al. 1977) zeigten, dass bereits
das Einfangen von Individuen aus dem gleichen Hälterungstank sowie die kurzzeitige
Exposition von Fischen an der Luft zu einem starken Anstieg des Cortisolspiegels im Blut
von Fischen führt. Ein nasses System der Elektrobetäubung, bei der die Fische im Wasser
bleiben, ist einem trockenen System vorzuziehen, bei dem die Tiere außerhalb des Wassers
betäubt werden (ROBB 2008).
In Tabelle 31 sind Stromart, Betäubungszeit, Plattenposition und Frequenz hinsichtlich ihrer
Auswirkung auf die Stressbelastung zusammenfassend bewertet. Durch die Verwendung
unten aufgeführter Parameter ergibt sich eine Optimierung des Cortisol-, Natrium- und
Hämatokritwertes, also eine Stressminimierung.
82
Diskussion
___________________________________________________________________________
Tabelle 31: Zusammenfassende Bewertung von Stromart, Betäubungszeit, Plattenposition und
Frequenz im Hinblick auf die Stressbelastung während der Elektrobetäubung
Parameter
Empfehlung
Bemerkung
Stromart
pulsierender Strom +
 Optimierung von Cortisolund Natriumwerten
Wechselstrom
Betäubungszeit
30 Sekunden
 Optimierung von
Cortisolwerten
Plattenposition
Kopf/Schwanz + oben/unten
 Optimierung von
Natriumwerten
Frequenz
1000 Herz
 Optimierung
Hämatokritwerten (WS)
5.3
Schlachtkörperbeschaffenheit
Unter der Elektrobetäubung können bei Fischen häufig starke Kontraktionen der
Rückenmuskulatur und Körperzittern beobachtet werden. Diese Art der Bewegung konnte,
wie oben dargestellt, als Indiz für eine unvollständige Betäubung ausgeschlossen werden. Die
ausgeprägten Muskelkontraktionen können jedoch wie z.B. bei Schweinen (NOWAK 2003)
zu Rupturen von Muskelfasern und Gefäßen sowie zu Knochenbrüchen führen. Zudem
forcieren heftige Muskelbewegungen eine Aktivität des Muskelstoffwechsels mit anaeroben
Stoffwechsellagen, die insbesondere eine Säuerung des Filets nach sich ziehen können.
Deshalb wurden zur Beurteilung der Schlachtkörperbeschaffenheit makroskopische
Merkmale aufgenommen wie Wirbelsäulenblutungen, Filetblutungen und Strommarken sowie
als chemische Parameter der Kaliumspiegel und Laktatspiegel im Serum und der pH-Wert in
der Muskulatur.
Die
Betäubung
mit
elektrischem
Strom
führte
häufig
zu
Strommarken,
Wirbelsäulenblutungen und Filetblutungen. Bei den mittels Perkussion betäubten Forellen
wurden Blutungen an Wirbelsäule und im Filet nur in Einzelfällen festgestellt. Vor allem die
Blutungen im Filet und an der Wirbelsäule stellen nicht nur ein ästhetisches Problem dar, sie
können auch zur Minderbewertung des Schlachtkörpers führen. Strommarken wurden bei
Fischen nach Betäubung mit beiden Stromarten in etwa gleicher Häufigkeit und Intensität
gebildet.
83
Diskussion
___________________________________________________________________________
Der Farbwechsel im Fleisch von Knochenfischen steht überwiegend unter neuronaler
Kontrolle, so dass eine Ausbildung von Strommarken nach Anwendung von elektrischem
Strom wegen der starken Nervenreizung zu erwarten ist (FIEDLER 1991). Diese
Strommarken konnten bei der Mehrzahl der Forellen nach Lagerung oder Kühlung nicht mehr
wahrgenommen werden, weil die gesamte Forelle nachdunkelte oder dunkle Strommarken
sich aufhellten.
Muskelblutungen und Knochenfrakturen sind z.B. bei Schweinen häufig zu beobachtende
Schlachtkörperschäden
(GREGORY
1998,
NOWAK
2003).
Als
Ursache
werden
Gefäßzerreissungen, Rhexisblutungen oder eine erhöhte Gefäßpermabilität genannt.
Filetblutungen sowie Blutungen entlang der Wirbelsäule sollen bei Fischen ebenfalls
regelmäßig auftreten, besonders nach Anwendung von niederfrequentem Wechselstrom
(ROBB 2008). In der hier vorliegenden Studie konnte dieser Zusammenhang nicht bestätigt
werden. Es konnte jedoch ein Einfluss der Stromart und der Position der Elektrodenplatten
auf den Umfang und die Häufigkeit des Auftretens dieser Schlachtkörperschäden festgestellt
werden. Dabei wiesen die mittels Wechselstrom betäubten Forellen signifikant häufiger und
stärker Wirbelsäulenblutungen und Filetblutungen auf als die Forellen, die mittels
pulsierendem Strom betäubt wurden. Wurden Elektrodenplatten an der Kopf-Schwanz-Seite
positioniert, war die geringste Anzahl von Blutungen zu beobachten. Mehr Blutungen entlang
der Wirbelsäule traten, in Übereinstimmung mit Beobachtungen von Lines (LINES et al.
2003), bei der Betäubung von Regenbogenforellen mit Wechselstrom nach kürzerer
Betäubungszeit auf. Dies steht im Gegensatz zu Untersuchungen an Schweinen, bei denen
kürzere Betäubungszeiten zu einer geringen Blutungshäufigkeit führten (NOWAK 2003).
Knochenbrüche wurden bei Schlachttieren im Zusammenhang mit Elektrobetäubung
regelmäßig registriert.
Bei
elektrisch
betäubten Schweinen traten Knochenbrüche
insbesondere an der Wirbelsäule, dem Becken und der Schulter auf, wobei hohe
Betäubungsspannungen und lange Stromflusszeiten dafür verantwortlich gemacht wurden
(NOWAK 2003). Auch beim Geflügel wurden ähnliche Zusammenhänge beobachtet
(BREMNER u. JOHNSON 1996). Bei Fischen wurden Knochenbrüche als Brüche der
Wirbelsäule nach Elektrobefischung und auch nach Betäubung durch elektrischen Strom
beschrieben (POLI et al. 2005). In der vorliegenden Studie ließen sich anhand von
Röntgenbildern keine Wirbelsäulenbrüche darstellen und konnten somit als Ursache für die
Wirbelsäulenblutungen ausgeschlossen werden.
84
Diskussion
___________________________________________________________________________
Die chemischen Parameter Laktatspiegel im Serum und pH-Wert in der Filetmuskulatur von
Schweinen werden in der Literatur (NOWAK 2003) zur Beurteilung der Muskelaktivität vor
und während der Schlachtung herangezogen. Die im Serum der Forellen gemessenen
Laktatwerte waren abhängig vom Betäubungsverfahren stark unterschiedlich. Forellen, die
mit Perkussion betäubt wurden, wiesen im Mittel eine Laktatkonzentration von 1,45 mg/dl
auf, was deutlich unterhalb der Angaben in der Literatur für geschlachtete Forellen von 7-14
mg/dl liegt (STOSKOPF 1993). Alle durch elektrischen Strom betäubten Forellen wiesen
höhere Laktatwerte im Blut auf. Die Werte lagen im Mittel zwischen 7,56 und 25,08 mg/dl.
Auch Azam und Mitarbeiter (AZAM et al. 1989) registrierten bei Regenbogenforellen eine
Erhöhung des Laktatspiegels nach Elektrobetäubung im Vergleich zu Forellen nach dem
Abschlagen. Durch die Einwirkung des elektrischen Stroms kommt es offensichtlich zu einer
Kontraktion der Muskulatur, die sich darin äußert, dass die Fische während des Stromflusses
starr im Wasser stehen. Es ist zu vermuten, dass diese starke Kontraktion zu einer anaeroben
Stoffwechsellage mit Laktatproduktion führt. Die nach dem Stromfluss zu beobachtenden
Verhaltensmerkmale Muskelkontraktionen und Körperzittern führten zu keiner weiteren
Steigerung der Laktatwerte. Fische, die diese Verhaltensmerkmale zeigten, wiesen sogar
niedrigere Laktatwerte auf als die Fische, die diese Verhaltensmerkmale nicht zeigten. Die
starke Muskelkontraktion unter dem Stromfluss, die bei allen Forellen während der
Elektrobetäubung beobachtet wurde, könnte für Rupturen von Muskelfasern und Gefäßen
verantwortlich gemacht werden. Das häufigere Auftreten von Blutungen unter der
Elektrobetäubung wurde bereits oben diskutiert. Zusätzlich ließ sich bei elektrisch betäubten
Forellen ein erhöhter Kaliumspiegel messen. Kalium ist zum großen Teil intrazellulär
lokalisiert, so dass erhöhte Kalium-Spiegel im Serum häufig mit Defekten von
Zellmembranen in Zusammenhang gebracht werden (MCDONALD u. MILLIGAN 1992).
Die erhöhten Kaliumwerte im Serum von mit Strom betäubten Forellen könnten einen
Hinweis auf Muskelrupturen darstellen.
In der Literatur wird nach der Bildung von Laktat ein schneller pH-Abfall und ein schneller
Eintritt von rigor mortis beschrieben (SIGHOLT et al. 1997). Auch Azam und Mitarbeiter
stellten erniedrigte pH-Werte bei Forellen nach Elektrobetäubung fest (AZAM et al. 1989).
Auch in der hier vorliegenden Studie konnte im Mittel eine Erniedrigung der pH-Werte im
Filet gemessen werden, die jedoch nicht mit den jeweiligen Laktatwerten korrelierten.
Aufgrund der bei durch elektrischen Strom betäubten Forellen häufiger zu beobachtenden
Hämorrhagien im Filet und an der Wirbelsäule kann es zu einer Beeinträchtigung der
85
Diskussion
___________________________________________________________________________
Schlachtkörperqualität kommen. Zur Minimierung dieser Beeinträchtigungen kann eine
Betäubung mit pulsierendem Strom über 60 Sekunden unter Positionierung der
Elektrodenplatten an der Kopf-Schwanz-Seite empfohlen werden. Für eine abschließende
Beurteilung der Schlachtkörperbeschaffenheit wären Daten zu Qualitätsmerkmalen wie
Festigkeit, Elastizität, Zähigkeit und Wasserbindungsvermögen des Filets notwendig. Azam
und Mitarbeiter (AZAM et al. 1989) konnten keine Auswirkungen auf diese
Qualitätsmerkmale
feststellen.
Zur
weiteren
Beurteilung
der
Auswirkungen
der
biochemischen und makroskopischen Veränderung auf die Fleischbeschaffenheit ist zudem
eine sensorische Untersuchung notwendig.
In Tabelle 32 sind Stromart, Betäubungszeit und Plattenposition hinsichtlich ihrer
Auswirkung auf die Schlachtkörperbeschaffenheit zusammenfassend bewertet. Durch die
Verwendung
unten
aufgeführter
Parameter
ergibt
sich
eine
Optimierung
der
Schlachtkörperbeschaffenheit, also eine Minimierung von Wirbelsäulen- und Filetblutungen
sowie Strommarken.
Tabelle 32: Zusammenfassende Bewertung von Stromart, Betäubungszeit und Plattenposition
im Hinblick auf die Schlachtkörperbeschaffenheit nach erfolgter Elektrobetäubung
Parameter
Empfehlung
Bemerkung
Stromart
pulsierender Strom
 Minimierung von
Wirbelsäulen- und
Filetblutungen
Betäubungszeit
60 Sekunden
 Minimierung von
Filetblutungen (WS)
Plattenposition
Kopf/Schwanz
 Minimierung von
Filetblutungen (WS + pS)
oben/unten
 Minimierung von
Strommarken
86
Diskussion
___________________________________________________________________________
5.4
Zusammenfassende Bewertung der Elektrobetäubung hinsichtlich Tierschutz
und Schlachtkörperbeschaffenheit
Elektrischer Strom kann benutzt werden, um Fische in tierschutzgerechter Weise zu betäuben
und zu töten. Unter den hier verwendeten Betäubungsparametern trat ein schneller und
sicherer Verlust der Reizwahrnehmung auf, der bis zum Tod der Tiere anhielt. Diese
Reizunempfindlichkeit wurde nicht erzielt, wenn nach der Anwendung des elektrischen
Stroms noch Atembewegungen und Augendrehreflex gezeigt wurden. Andere zu
beobachtende
Verhaltensmerkmale
wie
Körperzittern,
Muskelkontraktionen
oder
Schnappatmung waren kein Hinweis auf eine nicht ausreichend tiefe Betäubung. Im Hinblick
auf die Schlachtkörperbeschaffenheit traten als belastende Faktoren verstärkt Blutungen im
Filet und an der Wirbelsäule auf. Zudem wurden erhöhte Laktatwerte im Serum gemessen.
Die Stressbelastung von Forellen unter der Elektrobetäubung erwies sich als geringer als nach
Betäuben durch Abschlagen, wie die geringere Ausschüttung von Stresshormonen zeigt. Dies
lässt vermuten, dass durch Ausschüttung von Stresshormonen bedingte Veränderungen im
Schlachtkörper in geringerer Weise auftreten.
Die mit den hier beschriebenen Parametern untersuchte Elektrobetäubung scheint daher die an
eine tierschutzgerechte Betäubung zu stellenden Anforderungen am besten zu erfüllen. Im
Hinblick auf die Beeinträchtigung der Schlachtkörper durch elektrischen Strom bedarf es
insbesondere hinsichtlich der sensorischen Eigenschaften des Forellenfleisches weiterer
Untersuchungen.
Tabelle 33 stellt Vor- und Nachteile der Betäubungsmethoden Perkussion und
Elektrobetäubung dar.
87
Diskussion
___________________________________________________________________________
Tabelle 33: Vor- und Nachteile der Betäubungsmethoden Perkussion und Elektrobetäubung
Betäubungsmethode
Vorteile
Nachteile
Perkussion
- tierschutzgerecht, weil schneller Verlust
- kein Verlust der Reizwahrnehmung und
der Reizwahrnehmung, falls korrekt
Verletzungsgefahr des Fisches, falls nicht
ausgeführt
korrekt ausgeführt
- gute Schlachtkörperqualität
- Stressbelastung höher als bei
Elektrobetäubung
- keine Rückstände
- kostenintensiv (Arbeitskräfte)
- arbeitsintensiv
- zeitintensiv
- nicht für größere Fischmengen geeignet
Elektrobetäubung
- tierschutzgerecht, weil schneller Verlust
- Wirbelsäulen- und Filetblutungen
der Reizwahrnehmung
möglich
- geringe Stressbelastung
- finanzieller Aufwand der
Betäubungsvorrichtungen
- keine Rückstände
(Anschaffungs- und ggf. Wartungskosten)
- sichere und kostengünstige Anwendung
(Niedrigspannung)
- wenig arbeitsintensiv
- wenig zeitintensiv
- große Fischmengen möglich
88
Zusammenfassung
___________________________________________________________________________
6
ZUSAMMENFASSUNG
Uta Reimers (2008):
Untersuchung zur Elektrobetäubung von Regenbogenforellen (Oncorrhynchus mykiss)
Die stetig ansteigende Nachfrage nach Fisch als Nahrungsmittel kann künftig nur noch von
der Aquakultur abgedeckt werden. Dies hat zur Folge, dass hohe Anforderungen an die
Haltung, Schlachtung und Verarbeitung gestellt werden. Die Fische sollen möglichst
kostengünstig, wenig zeit- und arbeitsintensiv aufgezogen und verarbeitet werden und
angewendete Verfahren sollen möglichst nicht zur Beeinträchtigung des Schlachtkörpers
führen. Doch auch Tiergesundheit, Umweltschutz und Gesichtspunkte des Tierschutzes haben
in den letzten Jahren im Fischereiwesen immer mehr an Bedeutung gewonnen. Die Betäubung
von Fischen im Zuge des Schlachtprozesses soll schnell, sicher, möglichst stressarm und
somit tierschutzgerecht zu einem ausreichend lang anhaltenden Verlust der Reizwahrnehmung
führen, so dass die Schlachtung während der Phase der Unempfindlichkeit gegenüber Reizen
ausgeführt werden kann. In der vorliegenden Studie wurde geprüft, ob die Elektrobetäubung
sowohl die Anforderungen des Tierschutzes als auch der Schlachtkörperqualität erfüllen kann.
Von Forellen wurden Elektroenzephalogramme (EEGs) zur Prüfung auf visuell evozierte
Reaktionen
(VERs)
abgenommen,
um
ihre
Reizwahrnehmung
nach
erfolgter
Elektrobetäubung zu beurteilen. Gleichzeitig wurde das Verhalten der Fische nach erfolgter
Betäubung beobachtet, um dieses mit den Ergebnissen der EEG-Abnahme zu vergleichen.
Anhand dieser Kriterien wurde die Elektrobetäubung unter verschiedenen Parametern wie
Stromart,
Stromdichte,
Frequenzeinstellung
Betäubungszeit,
untersucht.
Position
Weiterhin
wurden
der
Elektrodenplatten
hämatologische
und
Stressparameter
herangezogen und der Schlachtkörper makroskopisch beurteilt.
Die Studie hat ergeben, dass die Elektrobetäubung eine kostengünstige, wenig arbeits- und
zeitintensive und durch die Verwendung von Niedrigspannung (50 V) eine für den Anwender
sichere Betäubungsmethode darstellt, die sowohl mit pulsierendem Strom als auch mit
Wechselstrom einen sicheren und lang anhaltenden Verlust der Reizwahrnehmung bei
Forellen hervorruft. Die Fische sind nach Einwirkung von elektrischem Strom betäubt, wenn
die Atembewegungen und der Augendrehreflex nicht mehr erkennbar sind. Andere
Verhaltensäußerungen
wie
Körperzittern
oder
Muskelkontraktionen
erlauben
keine
Rückschlüsse auf die Fähigkeit, Reize wahrzunehmen. Bei ausreichender Stromdichte von
89
Zusammenfassung
___________________________________________________________________________
mindestens 0,1 A/dm² reicht eine Betäubungszeit von 30 Sekunden aus, um Forellen
ausreichend lange in einen Zustand der Wahrnehmungs- und Empfindungslosigkeit zu
versetzen. Wird diese Stromstärke nicht erreicht, ist eine Betäubungszeit von 60 Sekunden für
einen sicheren Betäubungserfolg notwendig. Die Perkussion gilt als schnelle, sichere und
relativ stressarme Betäubungsmethode für Forellen. Anhand von Cortisol- und Natriumwerten
konnte festgestellt werden, dass die Elektrobetäubung mit geringerer Stressbelastung
verbunden ist als das Abschlagen. Die Forellen wiesen stets niedrigere Cortisol- und höhere
Natriumwerte nach Elektrobetäubung auf als nach Perkussion. Die kürzere Betäubungszeit
von 30 Sekunden vermindert die Stressbelastung der Forellen. Forellen, die 30 Sekunden
betäubt wurden, wiesen signifikant niedrigere Cortisolwerte auf als die Forellen, die 60
Sekunden betäubt wurden. Höhere Frequenzeinstellungen von 100 oder 1000 Hz mindern
ebenfalls den Stress für die Forellen. Unter Elektrobetäubung wurden höhere Laktatwerte im
Blut beobachtet als bei der Perkussion. Diese führen jedoch nicht zu niedrigeren pH-Werten
im Filet und nicht zu einem stärkeren pH-Abfall während der Lagerung der Schlachtkörper.
Hinsichtlich der makroskopischen Beurteilung der Schlachtkörper und insbesondere der Filets
kann es durch die Elektrobetäubung in Form von Wirbelsäulen- und Filetblutungen zur
Beeinträchtigung kommen. Um die Ausbildung von Filetblutungen so gering wie möglich zu
halten, sollten die Elektrodenplatten an der Kopf/Schwanz-Seite positioniert werden.
Wirbelsäulenblutungen können bei der Verwendung von Wechselstrom durch eine
Betäubungszeit von 60 Sekunden minimiert werden.
Die Elektrobetäubung von Forellen ist hinsichtlich des Tierschutzes also mindestens
gleichwertig oder sogar besser als die Perkussion zu beurteilen. Die Qualität des
Schlachtkörpers erscheint bei rein makroskopischer Beurteilung aufgrund der Filetblutungen
und Wirbelsäulenblutungen allerdings vermindert. Künftige Untersuchungen sollten die
Auswirkungen der Elektrobetäubung auch auf Geschmack, Verarbeitungsqualität und
Haltbarkeit besonders der Filetstücke einschließen.
90
Summary
___________________________________________________________________________
7
SUMMARY
Uta Reimers (2008):
Examination of electric stunning of rainbow trout (Oncorrhynchus mykiss)
The continuously increasing demand for consumption fish will be primarily covered by
aquaculture. Therefore high standards for husbandry, slaughter and processing must be
fulfilled. They should be as cheap, as time extensive and as labour extensive as possible and
should not impair the carcass. However, also animal health, environmental protection and
animal welfare considerations have become increasingly important in the fisheries sector
during the last few years. Stunning of fish in the course of slaughter should be quick, safe, and
cause as little stress as possible and lead to loss of consciousness long enough to be able to
fulfil animal welfare regulations. In the present study it was examined if electric stunning
fulfils both economic as well as animal welfare aspects.
Electroencephalograms (EEGs) were taken of trout upon visually evoked reactions (VERs) to
be able to judge their state of consciousness after stunning. Simultaneously, the behaviour of
these fish was observed to compare this with the results of the EEGs. Based on these criteria
electric stunning was examined with different parameters. These parameters were, type of
current, current density, duration of stunning, position of the electrode plates and frequency.
Furthermore, haematological stress parameters were examined and the carcass was
macroscopically examined.
The present study shows that electric stunning is a cost effective, labour extensive, time
extensive and, with the use of a low voltage (50V) a for the user safe method of stunning,
which invokes a secure and long lasting loss of consciousness with both directed and
alternating current. Fish are stunned after electric current when respiratory movements and the
eye roll reflex can no longer be observed. Other behavioural differences such as body tremors
or muscle contractions do not allow for conclusions about the ability to observe impulses.
With an adequate current density of at least 0.1 A/dm², a stunning time of 30 seconds is long
enough to put trout in a state of loss of perception and sensation. If this current density is not
reached a stunning time of 60 seconds is necessary for a secure stunning success. Percussion
(blow to the head) is said to be a fast, secure and relatively stress free stunning method for
trout. Based on cortisol and sodium values, it could be assessed that electrical stunning is
associated with even less stress as a blow on the head. The trout always had lower cortisol and
91
Summary
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higher sodium values after electric stunning as after percussion. The shorter stunning time of
30 seconds has a positive effect on the stress sensation of trout. Trout which were stunned for
30 seconds had significantly lower cortisol values as those trout who had been stunned for 60
seconds. Higher frequencies of 100 or 1000 Hz also have a positive effect on the stress
sensation of trout. A further effect of the electric stunning is higher lactate values as by
percussion. However, these do not lead to lower pH-values in filet and also not to a stronger
pH-decline during storage of carcass. Electric stunning can lead to adverse effects in the form
of haemorrhages in spinal cord and filet as was confirmed by the macroscopic examination of
the carcass and especially of the filet. The electrode plates should be positioned at the
head/tail side to minimise the development of haemorrhages in the filet. When using
alternating current haemorrhages in spinal cord can be minimised by using a stunning time of
60 seconds.
Electric stunning of trout can be considered equal to or even better as percussion, with regard
to animal welfare. However, based on the haemorrhages in spinal cord and filet, the quality of
the carcass seems to be negatively affected. Further examinations are necessary in order to be
able to make more precise conclusions about filet quality and effects of electric stunning on
for example taste, processing quality or the storability of the carcass.
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Danksagung
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DANKSAGUNG
An erster Stelle möchte ich Herrn Prof. Dr. Dieter Steinhagen für die Überlassung des
Themas, die Bereitstellung der Arbeitsmöglichkeiten und die überaus kompetente und stets
hilfsbereite Betreuung ganz herzlich danken.
Herrn PD. Dr. Karl-Heinz Esser gilt mein herzlicher Dank für die Hilfsbereitschaft, die vielen
Anregungen und die fachliche Unterstützung.
Bei Herrn Jürgen Pilz und dem Labor für Stress-Monitoring und bei der Klinik für Rinder der
Tierärztlichen Hochschule Hannover möchte ich mich für die zügige und unkomplizierte
Bestimmung der Cortisol-, Natrium-, Kalium- und Laktatwerte bedanken.
Dem Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit danke
ich für die finanzielle Hilfe und Bereitstellung der Betäubungsgeräte.
Bei meinen Kollegen Kirsten Meyer, Verena Schroers, Marian van der Marel und Henner
Neuhaus möchte ich mich für eine wunderbare Zeit und besonders für die stete
Hilfsbereitschaft und Unterstützung nicht nur für die Durchführung und Erstellung meiner
Arbeit bedanken.
Patricia Lowles, Birgit Luckhardt, Julia Negenborn und Arne Hübner möchte ich für die
vielen fröhlichen gemeinsamen Stunden im Institut danken.
Meiner lieben Freundin Karen Remm gilt mein besonderer Dank für eine tolle Zeit in
Hannover, in der wir durch Dick und Dünn gegangen sind und so Manches geschafft haben.
Wir können stolz auf uns sein.
Bei allen Freunden, besonders Friederike Hänsch, Maina Wehner, Lena Babinski, Matthias
Sydow und Marcus Langen, möchte ich mich für eine schöne und unvergessliche gemeinsame
Zeit in Hannover bedanken.
Carsten Schulz danke ich von ganzem Herzen für die seelische Unterstützung in der
Finalphase.
Zweifelsohne gilt mein größter Dank meinen Eltern Helga und Karsten Reimers und meiner
Schwester Eva, ohne deren liebevolle, geistige, herzliche und finanzielle Unterstützung meine
schulische sowie akademische Ausbildung inklusive dieser Arbeit nie möglich gewesen wäre.
Danke, dass Ihr nie aufgehört habt, an mich zu glauben!
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