Synthese von carboxylathaltigen (η 6 -Aromat)Ruthenium(II)
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Synthese von carboxylathaltigen (η6-Aromat)Ruthenium(II)-Komplexen zur N-terminalen und η6-Markierung von Aminosäuren und Peptiden Dissertation zur Erlangung des Grades eines Doktors der Naturwissenschaften der Fakultät für Chemie an der Ruhr-Universität Bochum vorgelegt von Ralf Stodt Bochum 2002 Die vorliegende Arbeit wurde in der Zeit von April 1999 bis März 2002 am Lehrstuhl für Analytische Chemie der Ruhr-Universität Bochum angefertigt. Besonderen Dank möchte ich meinem Doktorvater Herrn Prof. W. S. Sheldrick PhD für den mir gewährten Freiraum bei der Gestaltung des Themas, sein Interesse und ständige Diskussionsbereitschaft und die fortwährende Unterstützung bei der Anfertigung dieser Arbeit aussprechen. Inhaltsverzeichnis I Inhaltsverzeichnis 1 Einleitung 1 1.1 Carbonylmetalloimmunoassay CMIA 1 1.2 Rutheniumsandwichkomplexe als Cytostatika 4 2 Zielsetzung 7 3 Kenntnisstand 8 4 5 6 3.1 Synthese von (η6-Aromat)RuII-Komplexen 3.2 Rutheniumsandwichkomplexe mit Aminosäuren und Peptiden 17 3.3 Metallderivate von Aminosäuren und Peptiden 24 8 Ligandensynthese 29 4.1 Birchreduktion 29 4.2 Reduktion von Phenylessigsäure 30 4.3 Reduktion von 3-Phenylpropionsäure 31 4.4 Reduktion von 4-Phenylbuttersäure 32 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 34 5.1 Darstellung von [(η6-C6H5CH2COOR)RuCl(µ-Cl)]2 R = C2H5 (4), H (5) 34 5.2 Darstellung von [(η6-C6H5(CH2)3OH)RuCl(µ-Cl)]2 6 38 5.3 Darstellung von [(η6-C6H5(CH2)3COOH)RuCl(µ-Cl)]2 7 40 5.4 Koordinationsverhalten von 5 und 7 in Abhängigkeit vom pH-Wert 42 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 46 6.1 Umsetzungen der Phenylessigsäurederivate 4 und 5 mit phen und dppz 47 6.2 Umsetzung des Phenylbuttersäurekomplexes 6 mit phen und dppz 57 6.3 Potentiometrische und NMR-spektroskopische Untersuchungen an 9 und 12 59 6.4 Umsetzung des Phenylpropanolkomplexes 7 mit phen und dppz 66 Inhaltsverzeichnis 7 8 II η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 69 7.1 Umsetzungen mit Tyrosinderivaten 69 7.2 η6-Markierung von Phenylalaninderivaten 78 7.3 Sandwichkomplexe von Tryptophanderivaten 82 7.4 Kinetische Untersuchung zur η6-Markierung von AcTrpOH 87 7.5 Chemoselektive η6-Markierung von Dipeptiden 91 N-terminale Markierung von Aminosäuren und Peptiden 100 8.1 Umsetzung von 5 und 7 mit Hexamethylbenzol 100 8.2 Allgemeines zur Peptidsynthese 104 8.3 N-terminale Markierung von Aminosäuren 106 8.4 N-terminale Markierung von HGlyGlyOEt 110 9 Zusammenfassung 112 10 Experimentelle Daten 120 10.1 Analytische Methoden 120 10.1.1 Elementaranalyse 120 10.1.2 Massenspektroskopie 120 10.1.3 1 120 10.1.4 IR-Spektroskopie 121 10.1.5 Röntgenstrukturanalyse 122 10.1.6 Chromatographische Trennungen 123 10.1.7 Potentiometrische Titration 124 10.2 H- und 13C-NMR Spektroskopie Darstellung und Charakterisierung der Verbindungen 125 10.2.1 Allgemeines 125 10.2.2 Ligandensynthese 1 - 3 126 10.2.3 Synthese der Komplexe [(η6-Aromat)RuCl(µ-Cl)]2 4 - 7 128 10.2.4 Umsetzungen mit bidentaten Polypyridylliganden (8 – 15) 131 Inhaltsverzeichnis III 10.2.5 Sandwichkomplexe mit Aminosäuren (16 – 28) 137 10.2.6 η6-Markierung von Dipeptiden (29 – 34) 147 10.2.7 Peptidsynthesen (35 – 39) 152 9 Daten zu den Röntgenstrukturanalysen 157 10 Literaturverzeichnis 161 Abkürzungen und allgemeine Hinweise Abkürzungen und allgemeine Hinweise π-gebundene Coliganden Cp Cyclopentadienyl Cp* Pentamethylcyclopentadienyl Cymol p-Isopropylmethylbenzol HMB Hexamethylbenzol PBS 4-Phenylbuttersäure PEE Phenylessigsäureethylester PEH Phenylessigsäure PPR 3-Phenylpropanol TMB 1,3,5-Trimethylbenzol weitere Abkürzungen Ac Acetyl Ala Alanyl- BOC Butoxycarbonyl bpy 2,2’-Bipyridin cis-DDP cis-Diamindichloroplatin(II) Carboplatin cis-Diamin(1,1-dicarboxylato-cyclo-butan)platin(II) COD 1,5-Cyclooctadien dien Diethylentriamin DMSO Dimethylsulfoxid Et2O Diethylether Gly Glycyl- dppz Dipyrido[2,3-a:2´,3´-c]phenanzin Et Ethyl FEM Ferrocenylmethyl- Ind Indol IV Abkürzungen und allgemeine Hinweise V MeCN Acetonitril Me Methyl Met Methionyl NBA 3-Nitrobenzylalkohol OTf Trifluormethansulfonat PFP Pentafluorpropionsäure Ph Phenyl Phe Phenylalanyl- phen 1,10-Phenanthrolin TFA Trifluoressigsäure Trp Tryptophyl- Tyr Tyrosyl- Die Atombenennung der verwendeten Liganden erfolgt nach diesem Schema: H4 NH2 R COOH CH2 CH C β α NH CH CH2 R α′ O N-Terminus H3 H5 β′ NH H2 C-Terminus H1 Trp H12,13 H11,14 N H5,6 N H4,7 H4,7 H3,8 H3,8 N N N H2,9 phen N dppz H2,9 Die Kennzeichnung der α- und β-Positionen im Coligand der Aminosäure- und Peptidkomplexe erfolgt durch das Suffix des jeweiligen Coliganden (z. Bsp. αPBS-). 1 Einleitung 1 1 Einleitung Ein Wesenszug der modernen Chemie ist das Verschmelzen der klassischen Teilgebiete wie organische oder anorganische Chemie. In einem gegenseitigen Wechselspiel profitieren Chemiker so von den Entwicklungen in den jeweils anderen Forschungsgebieten. Seit der Entdeckung des Ferrocens im Jahr 1951 durch Pauson [1] erfährt das Ergebnis einer solchen Fusion, die Organometallchemie, ein rasantes Wachstum und hat eine enorme Vielfalt an außergewöhnlichen Verbindungsklassen hervorgebracht. Einige Organometallverbindungen weisen auch außerhalb von Inertgasatmospäre oder unter physiologischen Bedingungen eine bemerkenswerte Stabilität auf, so dass der Schulterschluss mit der Biochemie zum recht neuen Forschungszweig Bioorganometallchemie schon fast zwangsläufig war. Durch die gezielte Kombination der Selektivität von biochemischen Stoffen mit der Reaktivität von Organometallverbindungen ist es möglich, Biokonjugate gezielt zu aktivieren oder stabilisieren, organische Synthese effektiv und häufig auch enantioselektiv zu katalysieren oder biochemische Prozesse zu steuern [2,3]. 1.1 Carbonylmetalloimmunoassay CMIA Ein Immunoassay ist der Sammelbegriff für verschiedene analytische Methoden zur Bestimmung von biologisch aktiven Substanzen unter Ausnutzung der hochspezifischen Antigen-Antikörper Reaktion [4] . Durch die Derivatisierung eines Antigens oder Antikörpers mit einem Markierungsreagenz, dessen spektroskopischen Charakteristika auch in komplexen Mischungen oder in sehr geringen Konzentrationen einwandfrei zu identifizieren sind, gelingt die Quantifizierung der zu bestimmenden Komponente. Das bekannteste Verfahren ist das Radioimmunoassay, für dessen Entwicklung Rosalin Yalow 1977 den Nobelpreis erhielt Die Markierung mit Radioisotopen wie 3H, Aktivitätsmessung [6,7] 14 C oder 125 [5] . I ermöglicht die sehr präzise , bringt aber auch eine Reihe von Nachteilen mit sich: Die teils recht kurze Lebensdauer der Radionuklide macht eine Synthese des Markierungsreagenz erst kurz vor seiner Verwendung nötig. Auch unterliegt die Handhabung der Radioindikatoren und deren Entsorgung strengen und kostenintensiven Vorschriften. Seit dem Ende der 70er Jahre sind zwei weitere Verfahren konsequent bis zur praktischen Anwendung weiterentwickelt worden; das enzyme-multiplied-Immunoassay EMIT und das Fluoreszenzpolarisations-Immunoassay FPIA [4] . Neben der medizinischen Diagnostik haben 1 Einleitung 2 sich diese Verfahren auch in der Lebensmittel- und Umweltanalytik etabliert. Allen Verfahren ist aber ein Nachteil gemeinsam, derzeit können maximal 2 Analyten simultan bestimmt werden [8]. Dagegen konnte Jaouen über die gleichzeitige Bestimmung von drei Wirkstoffen im Drugmonitoring von Antiepileptika berichten [9] . Grundlage diese Carbonylmetalloimmunoassays ist die kovalente Bindung von Metallcarbonylen an die Epilepsiemedikamente Carbamazepin, Phenobarbital und Diphenylhydantoin (Abbildung 1.1). Co2(CO)6 N O NH NH O (CH2)2 NH CO (CH2)2 Carbamazepin O C2H5 NH Mn(CO)3 O CO NH (CH2)2 CO2 Phenobarbital (CH2)2 N Cr(CO)3 O Diphenylhydantoin NH O Abbildung 1.1: Metallorganisch markierte Antiepileptika Diese markierten Verbindungen haben charakteristische IR-Absorptionen durch die Carbonylstreckschwingungen in einem „spektralem“ Fenster von biologischen Mischungen, die im Bereich von 1800 – 2200 cm-1 keine Absorptionen aufweisen. Für die 3 Komplexe konnten die entsprechenden Einzelbestimmungen bereits zu Beginn der 90er Jahre entwickelt und validiert werden [10-13] , die Simultanbestimmung in Form des triple-CMIA ist aber erst seit 1999 bekannt. Diese Methodik ist deswegen sehr attraktiv, da man zu Beginn einer (stationären) Behandlung häufig einen Cocktail aller Medikamente gleichzeitig einsetzt und die individuelle Einstellung Wirkstoffkonzentration im Blut der des Medikamentengabe Patienten vornimmt. nach Durch Kontrolle der instrumentelle 1 Einleitung 3 Verbesserungen ist die gleichzeitige Analyse der betrachteten Spezies in nur 20 µl Serum eines Patienten ohne Aufreinigung möglich [14] . Bei der Betrachtung des IR-Spektrums einer Mischung aller Carbonylkomplexe (Abbildung 1.2 oben) fällt auf, dass sich die charakteristischen Banden teilweise überlappen. Lediglich der Carbamazepinkomplex ist über die Bande bei 2058 Wellenzahlen direkt bestimmbar. Nach der Methode der kleinsten Fehlerquadrate ist unter Kenntnis der molaren Extinktionskoeffizienten dennoch eine quantitative Dekonvolution möglich. 0.012 0.008 0.004 0 A 2058 0.008 Carbamazepin Phenobarbital Diphenylhydodantoin 0.006 2033 1973 0.004 0.002 0 2100 2000 ν / cm 1900 -1 Abbildung 1.2: IR-Spektren der markierten Epilepsiemedikamente (oben: Spektrum der Mischung, unten: Superposition der Einzelspektren) Das multi-CMIA wurde über den Vergleich mit den bekannten Einzelbestimmungen validiert; die Nachweisgrenze für die verschiedenen Komponenten in diesem Assay liegt im Bereich von 1 pmol und zeigt eindrucksvoll das Potential der Markierung von biogenen Liganden mit Metallcarbonylen. 1 Einleitung 4 1.2 Rutheniumsandwichkomplexe als Cytostatika Eine der großen Herausforderungen für die Bioorganometallchemie ist die Synthese neuartiger Cytostatika. Das weltweit am häufigsten eingesetzte metallorganische Medikament in der Chemotherapie ist noch immer das cis-Diammindichloroplatin, ein quadratisch planarer PlatinII-Komplex [15,16] . Aufgrund der vielen Nachteile von cis-DDP wie Nephrotoxizität und die Resistenz vieler Tumorarten sind in den Jahren nach der Entdeckung der cytostatischen Wirkung durch Rosenberg Eignung überprüft worden [17] eine Vielzahl an PtII-Verbindungen synthetisiert und auf ihre [18] . Aus dieser Verbindungsklasse ist einzig das Carboplatin hervorzuheben, welches den Sprung in die Chemotherapie geschafft hat. Im wesentlichen ist Carboplatin frei von den unerwünschten Nebenwirkungen des cis-DDP, das Spektrum der Antitumoraktivität beider Verbindungen ist jedoch sehr ähnlich (Abbildung 1.3) [19,20]. O O H3N Pt H3N O O Abbildung 1.3: Struktur des Antitumormedikaments Carboplatin Daher ist auch die Erforschung von Komplexen mit anderen Übergangsmetallen auf ihre mögliche Verwendung in der Chemotherapie von besonderem Interesse. Neben Titan, Gold, Vanadium und Molybdän [21,22] zeigen vor allem die anderen Metalle der Platingruppe (Ruthenium, Rhodium, Osmium und Iridium) vielversprechendes Potential [23] . In ihren chemischen Eigenschaften weisen die Platinmetalle einige Gemeinsamkeiten auf: Mannigfaltigkeit der Oxidationsstufen und daraus resultierend die katalytische Aktivität und die Neigung zur Komplexbildung [24]. Die am besten untersuchten Verbindungen sind die des zwei- und dreiwertigen Rutheniums, die alle eine oktaedrische Koordinationssphäre aufweisen und als low-spin-Komplexe vorliegen. Schon sehr früh wurde die Antitumorwirksamkeit von fac-[RuIIICl3(NH3)3] entdeckt [25] , die schlechte Wasserlöslichkeit aber schränkte eine weitere pharmakologische Anwendung stark ein. Unlängst sind auch bei vielen anderen Komplexe cytostatische Eigenschaften festgestellt worden, die bekanntesten sind trans-[(HInd)RuIIICl4(Ind)2] (Ind = 1 Einleitung Indazol) [26] 5 , mer-[RuIII(trpy)Cl4] (trpy = 2,2’:6’,2’’-Terpyridin) Dimethylsulfoxidverbindungen von Ru III [28] sowie verschiedene . N N [27] NH N Cl Ru Cl Cl Ru+ Cl Cl Cl Cl NH + NH O N S CH3 CH3 Abbildung 1.4: Struktur der cytostatisch wirksamen Komplexe mer-[RuIII(trpy)Cl3] (links) und trans-[HIm]-[RuIIICl4(dmso)(Im)] (rechts) Der erste RuIII-Komplex in einer klinischen Testphase ist trans-[HIm]-[RuIIICl4(dmso)(Im)] (Im = Imidazol), der vergleichsweise ungiftig ist und effektiv die Bildung von Metastasen verhindert [29] . Alle genannten Verbindungen sind dreiwertig und gelten als „prodrug“ da sie erst in vivo zu kinetisch aktiveren RutheniumII-Verbindungen reduziert werden [21]. Bereits zu Beginn der neunziger Jahre konnten Sheldrick et. al. zeigen, dass auch Halbsandwichkomplexe mit Aminosäuren cytostatische Wirksamkeit gegen über dem Leukämiekrebs P388 bei geringen Wirkstoffdosierungen zeigen [30] . Neuere Arbeiten von Sadler beschäftigen sich mit vergleichbaren RutheniumII-Halbsandwichkomplexen und deren mögliche Verwendung als Cytostatika [31-34] . Die betrachtete Verbindungsklasse weist einen neben einem π-gebundenen sechsgliedrigen Aromaten wie Benzol, Cymol, Benzoesäuremethylester oder Biphenyl noch einem monodentaten Liganden (Halogenid) und einen bidentaten Stickstoffliganden (Ethylendiamin oder Derivate) auf (Abbildung 1.5). Ru2+ Cl NH2 NH2 Abbildung 1.5: Cytostatisch wirksame Rutheniumhalbsandwichkomplexe nach Sadler 1 Einleitung 6 Über den Austritt des Halogenids entsteht ein reaktiver Rutheniumkomplex mit einer freien Bindungsstelle, über die monofunktionelle DNA-Addukte vorzugsweise über den N7-Stickstoff von Guanin gebildet werden. Mit Variation des Aromaten kann sehr gezielt Einfluss auf die Löslichkeit und auf die Reaktivität dieser Komplexe gegenüber DNA durch hydrophobe und van der Waals-Wechselwirkungen genommen werden, wie man anhand von NOESY-Studien mit dem Biphenylkomplex nachgewiesen hat [34] . Der Ethylendiaminligand ist wie bei cis-DDP dazu in der Lage, Wasserstoffbrücken zu Nucleobasen auszubilden. Die Verbindungen [(η6-Cymol)RuII(en)Cl]+ und [(η6-C6H5C6H5)RuII(en)Cl]+ haben in Untersuchungen mit der Zell-Linie A2780 (gynäkologischer Tumor) eine wachstumshemmende Wirkung auf den Tumor sowohl in vitro als auch in vivo gezeigt, die vergleichbar ist mit der des Carboplatins. Durch HPLC-Studien ist der Ligandentausch des Chlorids gegen Wasser in Abhängigkeit von der Chloridkonzentration untersucht worden. Bereits eine extrazelluläre Chloridkonzentration von etwa 100 mM verhindert die Austauschreaktion, so dass die Reaktion wie bei cis-DDP erst innerhalb der Zelle erfolgt. Diese Halbsandwichkomplexe haben durchaus das Potential zur Verwendung in einer Chemotherapie. Die Wirkungsweise ist aber nicht mit denen der oben genannten dreiwertigen Rutheniumkomplexe zu vergleichen, sondern ähnelt eher der des cis-DDP. Die gleichzeitige kovalente Koordination, π-Wechselwirkung und Ausbildung von Wasserstoffbrücken zu Nucleobasen liefern den Ansatz für ein modulares Medikamentendesign mit dieser Verbindungsklasse. 2 Zielsetzung 7 2 Zielsetzung Der Kernpunkt dieser Arbeit ist die Synthese von Halbsandwichkomplexen des zweiwertigen Rutheniums, in denen der Aromat eine carboxylathaltige Seitenkette unterschiedlicher Länge trägt. Eine Derivatisierung der bekannten Verbindung [(η6-Benzol)RuCl2]2 oder strukturell verwandter Komplexe verspricht dabei wenig Aussicht auf Erfolg, so dass die Synthese dieser Verbindungen über die Reaktion von entsprechenden Cyclohexadienderivaten mit Rutheniumtrichlorid erfolgen soll. Im Rahmen der Charakterisierung der Reaktionsprodukte soll insbesondere die Frage geklärt werden, ob die Seitenkette dazu in der Lage ist über die funktionelle Gruppe einen intramolekularen Chelatkomplex zu bilden und so eine zusätzliche Stabilisierung des Zentralatoms zu erreichen. Zwingende Vorraussetzung für die weiteren Untersuchungen ist dabei eine ausreichende Stabilität der Organometallverbindungen. Diese funktionalisierten Organometallfragmente sollen dann zuerst auf ihre Eignung als Markierungsreagenz für das aromatische System entsprechender Aminosäuren und Peptide überprüft werden. Insbesondere die Reaktionsbedingungen bei der Synthese der Vollsandwichkomplexe mit teil- und ungeschützten Aminosäuren sind von Interesse und sollen mit dem analogen Cymolfragment unter der Fragestellung der Arenselektivität in Konkurrenz zu den funktionellen Gruppen verglichen werden. Ausgedehnt wird die direkte η6-Markierung auf Dipeptide mit zwei unterschiedlichen aromatischen Seitenketten, um die Untersuchung der Chemoselektivität verschiedener Metallfragmente in dieser Konkurrenzreaktion zu vervollständigen. Der Einfluss des diamagnetischen Metallfragments auf das aromatische System der Bioliganden kann mit NMR-spektroskopischen Methoden untersucht werden. Als zweite Möglichkeit der kovalenten Bindung an Aminosäuren soll eine Peptidsynthese unter Verwendung der organometallischen Marker durchgeführt werden. Da die Ausgangsverbindungen [(η6-C6H5(CH2)nCOOH)RuCl(µ-Cl)]2 nicht direkt umgesetzt werden können, muss eine störende Beteiligung des Rutheniums in der Synthese durch eine wirksame Blockierung der drei freien Koordinationsstellen verhindert werden. Auch muss die Frage nach der Stabilität der Biokonjugate untersucht werden, um eine potentielle Anwendung für die N-terminale Markierung grösserer Biomoleküle aufzuzeigen. 3 Kenntnisstand 8 3 Kenntnisstand 3.1 Synthese von (η6-Aromat)RuII-Komplexen Durch Arbeiten von E.O. Fischer ist analog zum Ferrocen seit 1958 auch das Ruthenocen bekannt [35] , ein symmetrischer Bis(cyclopentadienyl)RuII-Komplex. Sandwichkomplexe des Rutheniums mit sechsgliederigen Aromaten sind vom Ruthenocen aus nur in geringen Ausbeuten erhältlich, auch die Fischer-Hafner Synthese von 1955 [36] , in der ein Metallsalz mit Aromat und Aluminiumtrichlorid umgesetzt wird, ist auf einfache Aromaten ohne funktionelle Gruppen begrenzt (Abbildung 3.1). 3 CrCl3 + 2 Al + ArH 1. AlCl3 2. H2O + 3 [(ArH)2Cr] + 2 Al III Na2S2O4 6 [η -Ar] 2Cr KOH + für: V - Cr Mo W Te Re Fe Ru Os Co Rh Ir Ni - Cr Abbildung 3.1: Fischner-Hafner Synthese, 1955 1967 berichteten Winkhaus und Singer [37] über die Umsetzung von 1,3-Cyclohexadien mit Rutheniumtrichlorid, als Produkt erhielten sie einen rotbraunen, unlöslichen diamagnetischen Feststoff der empirischen Zusammensetzung [(C6H6)RuIICl2]. Fälschlicherweise nahmen sie eine polymere, chloroverbrückte Struktur an, in der ein oktaedrisch koordiniertes Rutheniumzentrum an einen Aromaten η4-gebunden ist. Dieses Strukturmuster wurde für Komplexe des Typs [(dien)RuIICl2] (mit dien = Norbornadiene oder COD) bestätigt Fall des Benzolkomplexes aber konnte Bennett 1972 [39] [38] , im eine η6-Koordination beweisen: In der Umsetzung des Bisbenzolkomplexes mit PMePh2 erhielten sie die monomere Verbindung [(η6-C6H6)RuIICl2(PMePh2)], deren Röntgenstrukturanalyse eine Halbsandwichstruktur vergleichbar mit der des [(η6-C6H6)Cr0(CO)3] belegte. Zeitgleich untersuchte auch die Arbeitsgruppe von Zelonka und Baird [40,41] die Reaktion von RuIIIX3 (X = Cl, Br) mit 3 Kenntnisstand 9 Cyclohexadien und kam ebenfalls zu dem Ergebnis, dass [(η6-C6H6)RuIIX2]2 in festen Zustand als halogenverbrücktes Dimer und in Lösung monomer vorliegt. Über die Dehydrogenierung von Cyclohexadienderivaten unter gleichzeitiger Reduktion des Rutheniums mit substituierten Aromaten wie Toluol, Mesitylen oder p-Cymol konnte Bennett 1974 berichten (Abbildung 3.2) [42] . Im Jahr 1988 wurde das Spektrum der Coliganden nach der gleichen Syntheseroute um die o-Tolylsäure ergänzt [43]. Cl Ru Cl Ru Cl Cymol Cl Mesitylen Abbildung 3.2: Struktur von [(η6-C6H6)RuIICl2] 2 nach Bennett, 1972 Diese Rutheniumverbindungen sind stabil in wässriger Lösung und gegenüber Luftsauerstoff, thermische Zersetzung erfolgt erst bei Temperaturen oberhalb von 200°C. Mit tertiären Phosphinen oder Arsinen reagieren sie unter Bildung von pseudotetraedischen Komplexen des Typs [(η6-Aromat)RuII(PR3)Cl2], eine nachfolgende Methylierung des Zentralatoms liefert Komplexe, in denen das Metallzentrum ein Chiralitätszentrum besitzt [40]. Instabil sind (η6-Aromat)RuII-Komplexe gegenüber Bestrahlung mit UV-Licht, die eine Abspaltung des Aromaten zur Folge hat. Mit zunehmender Anzahl von Alkylresten am Liganden nimmt die UV-Empfindlichkeit bedingt durch den +I-Effekt der Substituenten ab. Ein thermischer Austausch gegen Aromaten wie Anisol gelingt hingegen mit [(η6-Cymol)RuIICl2]2 quantitativ, mit dem analogen Benzolkomplex sind die Austauschraten wesentlich geringer. Diese Austauschreaktion konnte man für die Synthese des [(η6-C6Me6)RuIICl2]2 nutzen, da ein entsprechendes Cyclohexadienderivat des Hexamethylbenzols nicht zugänglich ist [44]. Mit Ammoniumhexafluorophosphat erhält man nach partieller Chloridabstraktion in Methanol dreifach chloroverbrückte zweikernige Komplexe [45] , die sich zu asymmetrischen Vollsandwichkomplexen durch Reaktion mit den entsprechenden Aromaten in starken Säuren umsetzen lassen (Abbildung 3.3) [46]. 3 Kenntnisstand 10 [(η6-C6H6)RuIICl2] NH4PF6 2+ + Cl Ru Cl R Ru Ru Cl R Abbildung 3.3: Synthese von asymmetrischen Bis(Aromat)RuII-Komplexen nach Rybinskaja Einfacher gelingt die Übertragung der Halbsandwichfragmente mit einem hochreaktiven Trissolvenskomplex, der nach vollständiger Abstraktion der Chloride in geeigneten Solventien erhalten wird. Dieser reagiert in starken Säuren wie CF3COOH, HPF6 oder HBF4 mit Aromaten ebenfalls zu einen asymmetrischen Vollsandwichkomplex (Abbildung 3.4) [47]. 2+ 1 2 [(η6-C6H6)RuIICl2] 2 + 2 AgX - 2 AgCl [(η -C6H6)Ru ( solv )3 ] X 2 6 II R Ru R Abbildung 3.4: Synthese von asymmetrischen Bis(Aromat)RuII-Komplexen nach Bennett Bis zum Ende der neunziger Jahre gab es auf dem Gebiet der Halbsandwichkomplexe des Rutheniums mit sechsgliedrigen Aromaten keine weiteren Arbeiten, insbesondere die Einführung von funktionellen Gruppen war lange Zeit nicht von Interesse. Stattdessen konzentrierte man sich mehr auf (η5-Cp)M-Komplexe (M = Übergangsmetall) mit substituierten Cyclopentadienylliganden [48-50] . Von besonderem Interesse vor allem für katalytische Anwendungen sind seit einigen Jahren Komplexe, in denen das Zentralatom zum einen durch das anionische Cyclopentadienylsystem und zum anderen von einer Amino- oder Phosphinoethylseitenkette des Cp-Liganden koordiniert wird. Durch die zusätzliche hart-hart-Wechselwirkung mit einem Stickstoffdonor stabilisiert man insbesondere hohe Oxidationsstufen des Übergangsmetalls und das eher weiche Phosphor kann durch 3 Kenntnisstand 11 dπpπ-Rückbindungseffekte die Elektronendichte des Übergangsmetalls erhöhen. Der Vorteil dieser Verbindungen gegenüber zwei unabhängigen Liganden Cp und NR3 ist ein einfacher, aber reversibler Ligandentausch, der in katalytischen Prozessen von Bedeutung ist. So stabilisiert man ein hochreaktives, elektronisch und sterisch ungesättigtes Metallzentrum durch die vorübergehende Koordination der Seitenkette an die freie Koordinationsstelle des Metalls bis das Substrat koordiniert und die Aminoseitenkette wieder abgespalten wird. Durch Variation der Alkylreste und des Donoratoms kann man sehr gezielt Einfluss auf die Selektivität und Reaktivität des Metalls nehmen. Dieser Reaktionsmechanismus wurde an einen entsprechenden Rutheniumkomplex von Chaudret und Matsubara für einen Protonentransfer untersucht (Abbildung 3.5) [51,52]. N N H +δ [Ru] N + H2 H [Ru] [Ru] H -δ H - HCOOH + CO2 N H [Ru] O C H O + (CH2)n [Ru] N Ru = Ph2P NMe2 n = 2,3 PPh2 Abbildung 3.5: Katalytische Migration von Wasserstoff an Kohlendioxid unter Verwendung von „Constrained-Geometry“-Katalysatoren Angeregt durch die wesentlich erhöhte Stabilität dieser Komplexe in protischen Lösungsmitteln und gegenüber Luftsauerstoff erhalten auch (η6-Aromat)RuII-Komplexen mit donorsubstituierten Seitenketten seit einigen Jahren erhöhte Aufmerksamkeit. Der erste Vertreter dieser Verbindungsklasse ist ein Komplex mit einer Thioetherseitenkette und wurde 1992 synthetisiert [53,54]. Das Konzept der zusätzlichen Koordination durch ein Donoratom der Seitenkette hat bei η6-gebundenen Aromaten zusätzlich noch den Vorteil, dass die Abspaltung über η4- und η2-koordinierte Zwischenstufen [55] in der Regel verlangsamt wird. 3 Kenntnisstand 12 Im Jahr 1998 berichteten Therrien [56] und Wright [57] gleichzeitig über ein (η6:κP-Phosphin-Aromat)RutheniumII-Komplex (Abbildung 3.6). In beiden Arbeiten war die Synthesestrategie ein thermischer Austausch eines η6-gebundenen labilen Precursors gegen einen sechsgliedrigen Aromaten, der über einen Phosphinlinker zuvor an das Rutheniumzentralatom gebunden wurde. R1 R2 ∆ Ru Cl Ru Cl PPh2 Cl (CH2)n Cl R2 R1 R2 n Wright p-Cymol H 3 (CH2)n PPH2 Therrien CO2C2H5 CH2OH 2 Abbildung 3.6: Synthese von (η6-Aren)Rutheniumkomplexen mit einer funktionellen Seitenkette Therrien musste für den thermischen Austausch ein reaktiveres Ethylbenzoat verwenden, da durch die zusätzliche alkoholische Seitenkette und den kürzeren Linker die Ausbeuten bei Verwendung von p-Cymol sehr gering waren. Über den Alkohol sollte eine zweite phosphinhaltige Seitenkette eingeführt werden, die zu einem chiralen Komplex mit fixierter „Pianohocker“-Konfiguration führt, eine weitere Funktionalisierung war aber nicht erfolgreich. Daraufhin wurde sowohl von Therrien [58] als auch Brunner [59] verschiedene Liganden synthetisiert, die als 10-Elektronendonor fungieren sollten (Abbildung 3.7). N PPh2 PPh2 N N Brunner 1999 Therrien 1998 Abbildung 3.7: P,N-funktionalisierte Liganden zur Darstellung von diastereomerenreinen Rutheniumarenkomplexen 3 Kenntnisstand 13 Im Falle des Cp-Liganden (links) wird nach Umsetzung mit Ru(PPh3)3Cl2 der gewünschte κN:κP:η5-CpRuII-Komplex erhalten, analoge sechsgliedrige Derivate zeigten in einer thermischen Austauschreaktion gegen Cymol keine Reaktivität. Therrien hingegen konnte wie schon zuvor zuerst den Phosphinkomplex synthetisieren, anschließend eine thermische Austauschreaktion durchführen und erhielt dabei eine 1:1-Mischung der beiden Diastereomere, die über Flash-Chromatographie getrennt wurden. Ein Austausch der Chloride mit Thalliumtriflat führt abschließend zur Koordination des Pyrazolringes und man erhält diastereoselektiv ein chirales Metallzentrum, dessen Konfiguration thermisch stabil ist und bis zur Zersetzung keine Epimerisierung erleidet. Weitere thermische Austauschreaktionen sind zeitgleich von Fürstner [60] und Noels [61] mit dem Liganden C6H5(CH2)3P(C6H11)2 unter Verwendung des Dimers [(η6-Cymol)RuCl2]2 durchgeführt werden. Dabei wird der erwartete κP:η6-Komplex aufgrund der sterisch anspruchsvollen Cyclohexylgruppen in sehr hoher Ausbeute von 80-90% erhalten. Eine weitere Arbeit von Bennett [62] verfolgte diese Strategie unter Verwendung des labileren ortho-Tolylsäuremethylesters. Des weiteren konnte er nachweisen, dass die Koordination der Seitenkette die thermische Abspaltung des Arens zwar nicht verhindert, aber eine deutliche Erhöhung der Stabilität bewirkt: Während der η6-gebundene Ligand im Komplex [(η6-C6H6)RuII(Ph2P(CH2)3Ph)] in siedendem Acetonitril bereits nach 48 Stunden quantitativ abgespalten wird, ist der analoge Komplex mit der „tethered“-Seitenkette nach 11 Tagen noch nicht vollständig zerfallen. Auch konnte die für Rutheniumhalbsandwichkomplexe typische reversible Einelektronenredoxreaktion RuII/III in Dichlormethan bestätigt werden, die Redoxpotentiale lassen im Vergleich zu den „klassischen“ Halbsandwichkomplexen eine leichte Stabilisierung von RutheniumII gegenüber RutheniumIII erkennen. Seit 1999 hat die Arbeitsgruppe von Kurosawa [63,64] eine Reihe von RutheniumII-Komplexen mit funktionalisierten Aromaten synthetisiert. Hier wurde ausgehend vom entsprechenden Cyclohexadienderivat nach der Synthese von Bennett verfahren (Abbildung 3.8). Die nach der Dehydrogenierung erhaltenen Dimere wurden dann mit bidentaten stickstoffhaltigen Liganden wie 1,10-Phenanthrolin oder Bipyridin zu monomeren Komplexen umgesetzt. Die Koordination der Seitenkette über den alkoholischen Sauerstoff nach Austausch der Chloride gegen nur schwach koordinierende Gegenionen wie Tetrafluoroborat wurde im festen Zustand über Röntgenstrukturanalytik und in Lösung über 1H-NMR-Studien nachgewiesen. Analog ist 3 Kenntnisstand 14 die Synthese von (η6-Aromat)RutheniumII-Komplexen mit Aminoethyl- oder Aminopropylseitenketten möglich. Diese Verbindungsklasse aber unterscheidet sich aber erheblich von den Sauerstoffanaloga, da sowohl die Dimere, als auch die durch Umsetzung mit Triphenylphosphin erhaltenen Monomere [(η6-C6H5(CH2)nNH3Cl)Ru(PPh3)Cl2] in den meisten Solventien unlöslich sind. + Ru1 N2 Ru Ph3P N1 O1 X Cl [(η6:κO-C6H5(CH2)3OH)Ru(phen)]2+ X = OH, NH2 Abbildung 3.8: Funktionalisierte Halbsandwichkomplexe nach Kurosawa Aus den Alkoholen sind durch Umsetzung mit Diphenylchlorophosphin auch Komplexe zugänglich, in denen die Seitenkette des Aromaten über einen P-Donor chelatgebunden ist. Für den Komplex [(η6:κO-C6H5(CH2)3OH)RuP(Cymol)3Cl][BF4] konnten Kurosawa im folgenden eine erhöhte Reaktivität bei der katalytischen Cycloisomerisierung oder Ringschlussmetathese von α,ω-Dienen im Vergleich zu Halbsandwichkomplexen des Rutheniums ohne funktionelle Seitenketten nachweisen [65]. Eine dritte Variante zur Darstellung von (η6-Aromat)RuII-Komplexen chelatisierenden Seitenkette stellte Nelson im Jahr 2000 vor [66] mit einer : Ein Diphenylvinylphosphin- Addukt eines (η6-Methylarene)RuII-Komplexes geht eine basenkatalysierte Michael-Addition unter Ringschluss ein (Abbildung 3.9). Eine analoge Reaktion unter Verwendung von Diphenylvinylarsinen hat Nelson kürzlich veröffentlicht [67]. KOBut , CH3CN Ru Cl Cl PPH2 Ru Cl Cl PPH2 Abbildung 3.9: Alternative Synthesestrategie zur Darstellung von„tethered“-(η6-Aromat)RuII-Komplexen nach Nelson 3 Kenntnisstand 15 Einen neuen Typ von Ruthenocyclophankomplexen haben Burkey et. al. nach einer vergleichbaren Strategie synthetisiert [68]. Die Reaktion von [(η6-Cymol)Ru(solv)3][OTf]2 mit Diphenylacetylen in Nitromethan liefert einen Vollsandwichkomplex, der nach Zugabe von Kaliumcarbonat in MeOH eine intramolekulare Hydroalkylierung eingeht (Abbildung 3.10). Ru Ph 2+ R Ru CH3NO2 2+ R 1. K2CO3 / CH3OH Ru 2+ R 2. HO3SCF3 R = Et, Ph Abbildung 3.10: Darstellung von gespannten Ruthenocyclophanen Zenneck berichtete 2002 über chirale [(η6-Aromat)Ru(η4-COD)]-Komplexe mit Stickstoffoder Sauerstoffdonoren in den Seitenketten des Aromaten [69] . Durch eine Austauschreaktion von Naphthalin gegen Aromaten mit Aldehyd-, Keto-, Ester- oder Amidfunktionen synthetisierten sie eine Reihe von Komplexen, in denen die Chiralität des Metallzentrums durch unterschiedliche Substitutionsmuster der η6-gebundenen Aromaten bedingt ist (Abbildung 3.11). O R R O (R)-3-Phenylmethylbutyrat, 70% Ru Ru η -COD 4 CH3CN, THF, RT, 2d 4 η -COD O O 2-Phenylethylacetat, 60% Abbildung 3.11: Synthese von chiralen Rutheniumsandwichkomplexen mit funktionellen Seitenketten 3 Kenntnisstand 16 Im weiteren konnten sie durch einfache organische Reaktionen insbesondere die carbonylhaltigen Liganden weiter derivatisieren und durch fraktionierte Kristallisation enantiomerenreine Komplexe isolieren. Von einem interessanten, funktionalisierten Halbsandwichkomplex berichtete Beck 2001 [70] . Das durch eine Birchreduktion erhältliche (R)-2,5-Dihydrophenylglycin reagiert nach Einführung einer Acetylschutzgruppe mit ethanolischem Rutheniumtrichlorid zu den bereits beschreiben Dimeren (Abbildung 3.12). NHAc H O O OH O RuCl3 NHAc Cl Cl EtOH, refl., 16h Ru Ru Cl Cl O O NHAc Abbildung 3.12: Synthese eines chiralen, chloroverbrückten Rutheniumkomplexes mit der synthetischen Aminosäure Phenylglycin Die enantiomerenrein in hohen Ausbeuten zugänglichen Verbindungen sind aber in festem Zustand lichtempfindlich und zersetzen sich in Lösung aufgrund eines Koordinationswechsels unter Abspaltung des Aromaten. 3 Kenntnisstand 17 3.2 Rutheniumsandwichkomplexe mit Aminosäuren und Peptiden Neben den in der Einleitung vorgestellten Beispielen von (η6-Aromat)RuII-Komplexen in der Bioorganometallchemie sollen hier die wichtigsten Arbeiten mit Aminosäuren und Peptiden vorgestellt werden. Bezüglich weiterer Komplexe mit Bioliganden wie Nucleobasen [71] oder Enzymen [72] sei auf die Literatur verwiesen. Aminosäuren sind eine wichtige Klasse organischer Verbindungen und enthalten eine Aminound eine Carboxylatgruppe. Von den in der Natur vorkommenden 180 Aminosäuren gehören nur 20 in den Baukasten, aus denen die Natur die Proteine bildet, diese Aminosäuren werden als proteinogen bezeichnet. Natürliche Aminosäuren tragen die Aminofunktion am α-Kohlenstoff der Carbonsäure (α-Aminosäuren) und sind mit der Ausnahme des Glycins stets in der L-Konfiguration anzutreffen. Neben den N- und O-Donorfunktionen der Aminoacidatogruppe enthalten viele Aminosäuren weitere funktionelle Einheiten wie beispielsweise Cystein (Thiol), Methionin (Thioether), Serin (Hydroxyl), Asparagin (Carboxylato), Lysin (Amino), Arginin (Guanidino) und Histidin (Imidazol). Bei drei Aminosäuren ist eine sechsgliedriger Aromat enthalten: Phenylalanin und Tyrosin besitzen eine phenylhaltige Seitekette, Tryptophan weist ein Indolsystem auf (Abbildung 3.13) COOCH2 C COOCH2 H NH3+ C H NH3+ COOHO CH2 C H NH3+ NH Abbildung 3.13: Die proteinogen, aromathaltigen Aminosäuren Phenylalanin, Tryptophan und Tyrosin Übergangsmetallkomplexe mit Aminosäuren können prinzipiell in 2 Klassen eingeteilt werden: „Klassische“ Chelatkomplexe mit der Koordination eines Metalls an die Donorfunktionen des Bioliganden zum einen und Komplexe mit Metall-KohlenstoffBindungen zum anderen. 3 Kenntnisstand 18 Verbindungen der ersten Klasse mit (η5-Cp)RuII- oder (η6-Aromat)RuII-Fragmenten werden im allgemeinen durch die Umsetzung der bereits vorgestellten chloroverbückten Dimere und den α-Aminocarboxylaten erhalten [73] den Arbeitsgruppen von Sheldrick . Zahlreiche Arbeiten hierzu stammen vor allem aus [30,74,75] [76-78] und Beck . Durch die Bildung von κ2N,O-Chelaten (Abbildung 3.14) wird ein Chiralitätszentrum am Ruthenium generiert und man erhält häufig ein 1:1 Gemisch der beiden möglichen Diastereomere. Aromat Aromat Ru Ru O Cl NH2 Aromat = Cp*, C6H6 ,C6Me6 Cymol, Mesitylen O S NH2 O O R 2 k3N,S,O-Chelat (Methionin) k N,O-Chelat Abbildung 3.14: Strukturmuster für die Chelatkoordination von Aminosäuren an Rutheniumhalbsandwichkomplexe Diese Gemische sind durch fraktionierte Kristallisation oder chromatographische Methoden zu trennen, die Konfigurationsstabilität in Lösung ist jedoch nicht sehr hoch, so dass eine schnelle Epimerisierung der Verbindungen zu beobachten ist. Bei Verwendung von mehrfachfunktionellen Aminosäuren mit zusätzlichen Donorfunktionen wie beispielsweise Asparaginsäure oder Methionin kann der Bioligand auch tridentat unter Bildung von κ3-N,O,O’- oder κ3-N,S,O-Chelaten gebunden werden (Abbildung 3.14) [73,75]. Beck berichtete 1991 erstmals über eine inzwischen patentierte Peptidsynthese ohne Aktivierungsreagenzien in der Koordinationssphäre eines Übergangsmetalls Ausgangsverbindung erhält man durch Reaktion eines [79-81] . Die Peptidesters mit [(η6-Aren)RuCl(µ-Cl)]2 und einem zusätzlichen Äquivalent Base in Form eines κNAmin:κNAmid-Chelatkomplexes. Dieser kann durch Zugabe von α-Aminosäureestern sukzessive am N-Terminus in einer Eintopfreaktion verlängert werden (Abbildung 3.15). 3 Kenntnisstand 19 H 2NCHRCO2Me CH2CO2Me Ru - HCl N Cl NH2 N NH2 NH2 O CH2CO2Me Ru O R COOMe + HCl Ru - MeOH Cl NH2 N R CH2CONHCH2CO2Me O Abbildung 3.15: Peptidsynthese an einem Übergangsmetall nach Beck Die hier als Katalysator wirksame Rutheniumhalbsandwicheinheit kann abschließend racemisierungsfrei abgespalten werden. Nach dieser Synthesestrategie sind unter Verwendung von Cymolruthenium sequenzspezifisch Peptide aus bis zu neun Aminosäureeinheiten dargestellt worden [81]. Zur Synthese von Verbindungen der zweiten Klasse, also die Ausbildung von Metall-Kohlenstoff-Bindungen, eignet sich in erster Linie nur das aromatische Gerüst der drei Aminosäuren Phenylalanin, Tryptophan und Tyrosin, bei synthetischen Aminosäuren ist auch eine π-Koordination an Allyl- oder Alkinylseitenketten möglich. Erste Arbeiten hierzu stammen von Sergheraert aus dem Jahr 1982 unter Verwendung von [Cr0(CO)6]. Diese Verbindungen erwiesen sich jedoch als sehr instabil, so dass eine eindeutige Charakterisierung und Untersuchung ihrer chemischen Eigenschaften nicht möglich war [82,83]. Dagegen gelang der Arbeitsgruppe von Moriarty 1987 unter Verwendung des CpRuII-Fragments eingeschränkt luft- und wasserstabile Komplexe der genannten vollgeschützten Bioliganden darzustellen und zu charakterisieren [84]. 3 Kenntnisstand 20 Die Arbeitsgruppe von Sheldrick konnte in den vergangenen Jahren eine Reihe von Sandwichkomplexen sowohl der geschützten, als auch der freien Aminosäuren mit verschiedenen Metallen wie Rhodium, Iridium und Ruthenium darstellen [75,85-88] . Die ersten Umsetzungen gingen hier vom chloroverbrückten Dimer [(η5-Cp*)RuCl2]2 aus, das bei der Reaktion in Methanol in Gegenwart von Natriummethanolat unter Rückfluss selektiv das η6-koodinierte Produkt liefert, während sich bei Temperaturen um 0°C der entsprechende Chelatkomplex bildet [75]. Durch den Einsatz von reaktiveren Solvenskomplexen mit Cp* oder Cymol als Coligand, in denen drei Koordinationsstellen des Metallzentrums nur durch schwache Bindungen zu Lösungsmittelmolekülen wie Aceton oder Acetonitril besetzt sind, war es möglich von diversen Aminosäurekomplexen Röntgenstrukturanalysen anzufertigen. Im Rahmen dieser Forschungsarbeiten wurde das Repertoire der aromathaltigen Biomoleküle um einige Vitamine ergänzt. Im Jahr 1998 konnten Sandwichkomplexe von Menadion, Alloxazin, Riboflavin und Lumichrom mit dem Cp*RuII-Fragment markiert und deren Redoxverhalten cyclovoltammetrisch untersucht werden [89]. + O H O Ru N N N N D-Ribityl Abbildung 3.16: Ein metallorganisch markiertes Vitamin [(η5-Cp*)Ru(η6-Riboflavin)] + Darüber hinaus wurden in der gleichen Arbeitsgruppe auch metallmarkierte Komplexe der Dipeptide mit zwei aromatischen Resten dargestellt und charakterisiert, von der Verbindung [(η5-Cp*)Ru)2(µ2-(η6,η6)-cyclo(-PhePhe-))][OTf]2 konnte die erste Röntgenstrukturanalyse eines metallorganischen Sandwichkomplexes eines Dipeptids angefertigt werden [85] . Die Stabilität der η6-Koordination hat man in der folgenden Peptidsynthese mit anschließender Cyclisierung unter Beweis gestellt (Abbildung 3.17). 3 Kenntnisstand Ru 21 Ru COOH O NEt3 CH2 CH NHtBoc CH2 CH C NH Carbodiimid CH CH2 NHtBoc + COOMe NH2 CH CH2 1. CH3COOH 2. 2-Butanol/Toluol COOMe O Ru C NH CH2 CH CH CH2 NH C O Abbildung 3.17: Peptidsynthese unter Verwendung einer organometallmarkierten Aminosäure Ein wesentlicher Nachteil der Markierungsreaktionen ist häufig das unspezifische Verhalten des Metallmarkers beim Labelling großer Biomoleküle, die eine Vielzahl funktioneller Gruppen aufweisen. Die Konkurrenz zwischen der η6-Koordination und der Chelatisierung eines Metallzentrums wurde ebenfalls von Sheldrick et. al. bei Umsetzungen mit methioninhaltigen Dipeptiden mit aromatischen Resten untersucht [90] . Dabei stellte sich heraus, dass durch Variation der Versuchsbedingungen der Marker nicht in einen bestimmten Koordinationsmodus dirigiert werden kann. Erst nach Einführung einer EthylendiaminPlatinII-Schutzgruppe gelang es, das aromatische System der Dipeptide HMetXOH (X = Phe, Tyr, Trp) mit einem [Cp*Ir III]-Fragment zu markieren [91]. Von einen bemerkenswerten Fortschritt bei diesen Untersuchungen konnte Grotjahn 1998 berichten [92,93] . Unter Verwendung des donorsubstitutierten [CpRuII]-Fragments (Abbildung 3.18) konnte ohne die Verwendung von Schutzgruppen und Verzicht auf extrem saure Lösungsmitteln ein arenselektives Markierungsverhalten festgestellt werden. 3 Kenntnisstand 22 (CH2)2NHCbz (CH2)2NHCbz - 1. [(η6-Benzol)RuCl(µ -Cl)]2 Ru + 2. KPF6, H2O Tl+ PF6- 1. H2 (Kat) + Ru 2. hν MeCN NH2 MeCN PF6- Abbildung 3.18: Synthese eines arenselektiven Rutheniummarkers nach Grotjahn Setzt man den Marker beispielsweise mit Boc-Methionyl-phenylalaninmethylester oder Phenylethylamin 1 in d3-Nitromethan um, kann durch Monitoring mittels H-NMR-Spektroskopie bei Raumtemperatur die Bildung eines κS- respektive κN-Chelats verfolgt werden. Beim Erhitzen auf 60°C für eine Stunde erhält man quantitativ den thermodynamisch bevorzugten Vollsandwichkomplex unter Spaltung der chelatkoordinierten Seitenkette. In einem weiteren Experiment wurde die Arenselektivität für die Umsetzung mit dem Protein Secretin untersucht. Secretin besteht aus 27 Aminosäuren und enthält an der Position 6 einen einzigen aromatischen Rest in Form eines Phenylalaninbausteins, daneben befinden sich noch 4 Arginin, 2 Glutamin, ein Aspartat und ein N-terminaler Histidin-Rest als potentielle Koordinationsstellen in der Sequenz. Die Markierung des Aromaten findet in diesem Fall bereits bei Raumtemperatur in wässriger Lösung (pH* 7.1) innerhalb von acht Stunden mit einem 10fachen Überschuss an Metallmarker statt. Nach der Zugabe von Mercaptopropionsäure monometallierte charakterisiert Peptid werden und HPL-chromatographischer durch [58] . NMR-Spektroskopie Ein Edman-Abbau Aufreinigung und beweist kann das ESI-Massenspektroskopie durch das Fehlen des PTH-Ph-Abbauproduktes die Markierung am Phenylalaninrest, alle anderen Spaltprodukte wurden einwandfrei identifiziert. Die Arbeitsgruppen von Pearson [94,95] und Rich [96,97] konnten unter der Ausnutzung der aktivierenden Eigenschaften eines η6-koordinierten CpRu(II)-Fragmentes eine Totalsynthese 3 Kenntnisstand 23 der Proteasehemmstoffe K-13 und OF4949-IV ausgehend von einem Sandwichkomplex einer synthetischen Aminosäure (Boc-4-Chlorphenylalanin) vorschlagen, die unter milden Bedingungen verläuft (Abbildung 3.19). + HO CpRu BocNH CH2 CH Cl COOH CpRu O + R Peptidsynthese + NH NH Cl HO BocNH O COOMe R NH NH2 O Natrium-2,6-di-tert.-Buthyl-phenolat THF, 24h COOMe + CpRu O O hν, CH3CN O O RT, 24h NH NH NH BocNH O COOMe R COOMe NH BocNH O R Abbildung 3.19: Totalsynthese von K-13 nach Pearson und Rich Die Synthese von Diarylethern erfolgt klassisch nach der „Ullmann-Methode“ [98] unter Kupferkatalyse bei Temperaturen oberhalb von 150°C, hier hingegen gelingt die Kopplung nach der Peptidsynthese unter moderaten Reaktionsbedingungen in guter Ausbeute. Das CpRuII-Fragment wird abschließend photolytisch entfernt. 3 Kenntnisstand 24 3.3 Metallderivate von Aminosäuren und Peptiden Die Einführung eines metallorganischen Fragments an den N- oder C-Terminus von Peptiden unter Ausbildung von kovalenten Bindungen kann prinzipiell mit der Methodik der „klassischen“ Peptidsynthese erfolgen. Vorraussetzung dafür ist die entsprechende Funktionalisierung des Metallkomplexes und ausreichende Stabilität gegenüber den Reaktionsbedingungen einer Peptidsynthese. Diese Vorraussetzung erfüllen zum Beispiel die in der Einleitung beschriebenen Carbonylkomplexe der Epilepsiemedikamente Carbamazepin, Phenobarbital und Diphenylhydantoin und die in Kapitel 3.2 beschriebene Peptidsynthese von [(η5-Cp*)Ru(η6-cyclo-phephe)][OTf]2, die Hydrolyse- und Oxidationsempfindlichkeit der Cp*RuII-Verbindung schränkt eine weitergehende Verwendung jedoch ein. Von besonderem Interesse sind Derivate des Ferrocens, die sich als redoxaktives Zentrum in viele Biomoleküle einführen lassen. Die elektrochemischen Eigenschaften dieses Markers haben ihm ein vielfältiges Anwendungsgebiet von einfachen Anionensensoren Glucosebestimmung im Blut von Diabetes Mellitus Patienten erschlossen [99] bis hin zur [100,101] . Über die kovalente Bindung von Ferrocencarbonsäure an den Aminorest eines Lysinbausteins von Glucose-Oxidase ist zuerst von Degani und Heller berichtet worden [102], sie stellten auch die Eignung dieses Biokonjugates als Redoxschalter vor Diimidmethode Ferrocenoylderivate einiger [103] . 1997 hat Kraatz mit der Aminosäureester dargestellt und auch röntgenkristallographisch charakterisieren können (Abbildung 3.20) [104]. CH2Cl2, DCC, HOBt Fe Fe HaaOR, 48h C COOH O NH COOR' R aa = HGlyOEt, HProOR', HAlaOR', HTyrOR', HPheOR' R' = Benzyl Abbildung 3.20: Peptidsynthese mit Ferrocencarbonsäure Recht populär ist (Ferrocenylmethyl) die [105-108] Maskierung von Peptidbindungen mit dem FEM-Rest . Der chromophore und lipophile Metallmarker kann N-terminal 3 Kenntnisstand 25 gebunden werden, indem aus Ferrocenaldehyd und einem Aminosäure- oder Peptidester eine Schiffsche Base entsteht [109] , die anschließend reduktiv mit NaBH4 in ein Ferrocenylmethylderivat überführt wird. An der FEM-substituierten Aminosäure ist eine weitere Funktionalisierung durch eine Peptidsynthese möglich (Abbildung 3.21) [110]. COOMe Fe H + 1. CHCl 3, - H 2O H2N Fe 2. NaBH4, MeOH R NH O COOMe R R = CH2C6H5 (Phe) NaOH, H2O HGlyOMe, HBTU O Fe NH NH COOMe R Abbildung 3.21: Maskierung von Amidbindungen mit FEM Durch die Einführung des FEM-Restes kann man also gezielt die Löslichkeit des synthetisierten Peptides verändern, bei Einsatz von längeren Peptiden ist auch ein Einfluss auf die Sekundärstruktur von Proteinen zu erwarten. Darüber hinaus ist die Maskierung reversibel, durch Zugabe von racemisierungsfrei wieder abspalten Trifluoressigsäure [108] lässt sich der Metallmarker . Durch CV-Messungen hat man eine Verschiebung des Redoxpotentials sowohl der Ferrocenoyl- als auch FEM-Komplexe gegenüber Ferrocen im Bereich von weniger als 5 mV ermittelt, daher ist eine elektrochemische Unterscheidung der koordinierten Aminosäuren nicht möglich [110,111] . In einem ähnlichen Bis(FEM)-Tripeptidkomplex (Abbildung 3.22) liegen zwei redoxaktive Metallzentren in einem definiertem Abstand vor, die über einen Peptidlinker miteinander verknüpft sind. Elektrochemische Untersuchungen lieferten aber keinen Hinweis auf eine elektronische Interaktion der Metallzentren trotz eines durch Molecular Modelling und NMR-Spektroskopie ermittelten Abstands von etwa 10 Å. Das SW-Voltamogramm entspricht weitestgehend der Summe der unabhängigen Ausgangsverbindungen [110,112]. 3 Kenntnisstand 26 O Fe O NH Fe NH NH N O Abbildung 3.22: Ein Bis(FEM)-markiertes Tripeptid Eine Markierung am C-Terminus von Aminosäuren gelingt mit einer kürzlich vorgestellten Palladium-katalysierten Kopplung von alkinylderivatisierten Ferrocen an Iodbenzolsubstituierte Aminosäuren [113,114] . Diese Sonogashira-Kopplung ist unempfindlich gegenüber funktionellen Gruppen wie Alkoholen, Thioethern oder Disulfidbrücken, wie sie häufig in Peptiden anzutreffen sind. Die recht milden Reaktionsbedingungen sollten auch die selektive Markierung am C-Terminus von empfindlicheren Bioliganden ermöglichen. Neben den bisher besprochenen Ferrocenderivaten sind auch eine Reihe von metallorganisch substituierten Succinimidylestern bekannt. Diese Ester haben sich als hervorragende Acylierungsreagentien erwiesen und bieten sich somit für die selektive Markierung von Aminosäureestern oder den N-Terminus von Peptiden an (Abbildung 3.23) [115-123]. O O O NS NS = N ML O ML = [Re(CO)3], [Mn(CO)3], [Mo(CO)3Me], [Fe(CO)2Me] O O CH3O (CH2)2 O ML III (CH2)2 H NS O NS ML II ML = [Cp*Ir ], [Cp*Ru ] ML = [Co2(CO)6], [Os3(CO)10 ] Abbildung 3.23: Metallmarkierte Succinimidylester zur Acylierung von primären Aminen 3 Kenntnisstand 27 Der Succinimidylester wird synthetisiert aus Carbonsäuren und N-Hydroxysuccinimid in Gegenwart von Dicyclohexylcarbodiimid. Über einen aromatischen Rest oder eine Alkinylfunktion wird der Ester durch Koordination von Metallcarbonylen oder Halbsandwichkomplexen dann zum organometallischen Marker umgesetzt. So ist beispielsweise der monokationische [(η5-Cp*)RuII(µ-OMe)]2 [124] (η5-Cp*)-Rutheniumester durch Reaktion von mit CH3OC6H4(CH2)2COONS zugänglich. Dieser Komplex hat sich in weiteren Untersuchungen im Vergleich zu seinem Cp*IrIII-Analoga [122] als reaktiveres Acylierungsreagenz erwiesen [119] , ist aber empfindlich gegenüber Sauerstoff. Nach der gleichen Syntheseroute erfolgt auch die Derivatisierung der Epilepsiemedikamente in der Einleitung. Die Funktionalisierung des Metallmarkers ist auch an Übergangsmetallkomplexen mit carboxylathaltigen, bidentaten Stickstoffliganden wie Phenanthrolin [125] oder Bipyridin [126] möglich. Bedingt durch die hohe Stabilität der Metall-Stickstoffbindung durch Ausbildung eines fünfgliedrigen Chelatrings haben diese Komplexe mit polyaromatischen Systemen in letzter Zeit als Intercalationsreagenzien viel Aufmerksamkeit erfahren [127-129]. Bowler berichtete 2002 über die Synthese eines Tris(Bipyridyl)RuII-Aminosäurekomplexes und die Kopplung an ein α-helikales Peptid in einer Festphasenpeptidsynthese [130,131] . Der Metallkomplex wird durch Reaktion von cis-Ru(bpy)2Cl2 mit einer bipyridinhaltigen, N-Bocgeschützten Aminosäure erhalten und unterscheidet sich in den chemischen und physikalischen Eigenschaften kaum von denen des Ru(bpy)3-Komplexes. Diese Verbindung kann in einer automatisierten Festphasensynthese (Boc/Benzyl-Methode) in ein Peptid (Sequenz siehe Abbildung 3.24) eingebaut werden. Der hohe Alaninanteil der nicht markierten Sequenz bedingt dabei eine α-Helix-Konfiguration und die Lysin- und Histidinreste führen zu einer recht guten Wasserlöslichkeit [132]. O NH O SPPS HO C(CH3)3 H O N N Boc/Benzyl Ac-AKAAAAKAAAAMAAAAHAAAHA-CONH 2 A = Alanin K = Lysin H = Histidin M = Metallaminosäure ll Ru (bpy)2 Abbildung 3.24: Peptidsynthese mit einer RutheniumII(bpy)3-markierten Aminosäure 3 Kenntnisstand 28 Durch CD-Spektroskopie konnte gezeigt werden, dass trotz der sterisch anspruchsvollen metallorganischen Seitenkette die Abnahme des α-helikalen Konformationsanteils nur recht gering ist, so dass mit der verwendeten Methodik auch die Metallierung längerer Peptide ohne großen Verlust an Strukturinformation möglich sein sollte. Seit kurzem bekannt ist auch ein (η5-Cp)Mo(η3-Allyl)(CO)2-Komplex mit einer carboxylathaltigen [133,134] Seitenkette . Dieser Komplex erfüllt die gewünschten Vorraussetzungen hinsichtlich Reaktivität und Stabilität und kann in nasschemischen Peptidsynthesen kovalent mit den Aminosäuren Phenylalanin Glycin und dem Dipeptid LeuPhe gekoppelt werden (Abbildung 3.25). COOH 1. BuLi, THF Mo 2. CO2; 3. HCl CO CO Mo CO CO O aaOR HaaOR HBTU Mo CO CO aaOR = PheOMe, GlyOMe, LeuPheOMe Abbildung 3.25: Peptidsynthese an carbonylhaltigen CpMo-Komplexen Zudem verfügt dieser Marker wie einige der Succinimidylester über terminal gebundene Carbonylliganden, die auch in komplexen biologischen Systemen infrarotspektroskopisch einwandfrei identifiziert und quantifiziert werden können. 4 Ligandensynthese 4 Ligandensynthese 4.1 Birchreduktion Die im 29 Kenntnisstand beschriebene Umsetzung RutheniumIIIhalogenid von mit Cyclohexadien zu Halbsandwichkomplexen hat sich auch für den Einsatz von carboxylathaltigen Aromaten wie o-Tosylsäure Synthese entsprechender [43] Cyclohexadienderivate als geeignet erwiesen, so dass hier die mit carboxylathaltigen Seitenketten beschrieben wird. Mit der seit 1944 bekannten Birch-Reduktion werden einkernige Aromaten durch Umsetzung mit Metallen wie Lithium oder Natrium in Ammoniak partiell zu 1,3- oder 1,4-Cyclohexadienen reduziert [135,136] . Der Reaktionsmechanismus ist in Abbildung 4.1 gezeigt. H H - H H - e ROH H H H H H ROH - H H H - e Abbildung 4.1: Reaktionsmechanismus der Birch-Reduktion Im ersten Schritt der Reaktion wird ein Elektron übertragen und ein Radikalanion gebildet, welches ESR-spektroskopisch nachgewiesen werden kann [137] . Nach einem Protonierungsschritt wird das Radikal zu einem Carbanion reduziert und es folgt eine weitere Protonenübertragung. Die Doppelbindungen der Dihydroverbindungen sind unter diesen Bedingungen schwerer zu reduzieren als das aromatische π-System, so dass die Reduktion nur partiell stattfindet und auch andere isolierte Doppelbindungen nicht angegriffen werden. Die Reaktionsbedingungen gestatten den Einsatz einer Reihe von funktionellen Gruppen wie Alkohole, Carbonsäuren, Ester und Amine, die unter diesen Bedingungen nicht reduziert werden [138] . Als Protonenlieferanten werden in der Regel Alkohole oder Ammoniumsalze eingesetzt. Überraschend ist die Reduktion des Benzols zum 1,4-Cyclohexadien statt zum thermodynamisch stabileren 1,3-Dien. Begründet wird dies durch das „principle of least 4 Ligandensynthese 30 motion“, nachdem der Reaktionsweg mit der geringsten Änderung von Atompositionen und Elektronenverteilung bevorzugt ist Substituenten die Richtung [139] des . Bei substituierten Aromaten bestimmt die Art des ersten Protonierungsschrittes: Elektronenliefernde Substituenten liefern 2,5-Dihydroverbindungen (zum Beispiel Methoxybenzol), elektronenziehende Substituenten ergeben ein 1,4-Dihydroderivate (Benzoesäure) [140]. 4.2 Reduktion von Phenylessigsäure Alle folgenden Reaktionen werden derart durchgeführt, das zuerst Natrium in Ammoniak gelöst wird. Danach wird das Substrat zugeben und als Protonenquelle Ethanol zugetropft. Nach Abdampfen des Ammoniaks wird der Rückstand in Wasser aufgenommen und mit verdünnter Salzsäure angesäuert und das Produkt mit Diethylether ausgeschüttelt. Nach Destillieren des Lösungsmittels verbleibt ein farbloser, kristalliner Feststoff mit einem unangehm stechenden Geruch. Das EI-Massenspektrum zeigt einen M+-Peak bei m/z = 138, was formal der Addition von 2 Protonen an Phenylessigsäure entspricht. Anhand der NMR-spektroskopischen Daten wird belegt, dass wie erwartet das 2,5-Dihydroderivat 1 entstanden ist: Im Bereich der vinylischen Wasserstoffe sind zwei Signalgruppen mit einem Integralwert von 3 Protonen vorhanden, für ein 1,4-Dihydroderivat müssten 4 Protonen beobachtet werden. Die α-Protonen erscheinen als Singulett bei 2.95 ppm, die aliphatischen Ringwasserstoffe bei 2.65 ppm als Multiplett (Abbildung 4.2). 5 6 O 1 OH 1 4 4 3 2 3,6 4,5 2 ppm 7.0 6.0 5.0 4.0 3.0 2.0 1.0 Abbildung 4.2: 1H-NMR-Spektrum von 2,5-Dihydrophenylessigsäure 1 (CDCl3) 4 Ligandensynthese 31 Die spektroskopischen Daten stimmen mit der in der Literatur beschriebenen Darstellung von 2,5-Dihydrophenylessigsäure unter Verwendung von Lithium und Ammoniumphosphat überein [141,142] . Die leichte Modifikation mit Natrium/Ethanol ist in der Durchführung aber etwas einfacher und das Produkt enthält keine nicht umgesetzte Ausgangsverbindung mehr. 4.3 Reduktion von 3-Phenylpropionsäure Die Birchreduktion von Hydrozimtsäure ist ebenfalls literaturbekannt [143,144] , aber der Anteil der Ausgangsverbindung im Reaktionsgemisch beträgt sowohl unter den obigen Reaktionsbedingungen als auch bei den Literaturbedingungen (Lithium) mehr als 60 Prozent. Sowohl eine Verlängerung der Reaktionsdauer als auch eine Verdopplung der Menge des Reduktionsmittels können das Verhältnis nicht ändern, sondern führen stattdessen zu einer Reduktion der Carboxylatgruppe. Des weiteren ist eine Aufreinigung des Gemisches durch Umkristallisation oder chromatographische Verfahren nicht möglich [144] . Dies wurde durch eigene Versuche mit Flash-Chromatographie auf verschiedenen Kieselgelen und mit mehreren Eluenten bestätigt. Setzt man als Ausgangsverbindung den Hydrozimtsäureethylester ein, wird der Ester quantitativ in einer Art Bouveault-Blanc-Reaktion zum primären Alkohol reduziert. Durch diese Reaktion wird die Reduktion von Carbonylverbindungen mit einem der Birchreduktion vergleichbarem Mechanismus durch Natrium in Ethanol beschrieben [145] . Normalerweise wird die Bouveault-Blanc-Reaktion aber unter Erhitzen auf über 150°C durchgeführt, wie es für die Reduktion von Hydrozimtsäureethylester zu 3-Phenylpropanol gezeigt wurde. Die Reduktion eines aromatischen Esters unter den Bedingungen der Birchreduktion ist aber auch schon für Phenylethylacetat beobachtet worden [146]. Demzufolge entsteht bei der Reaktion von Hydrozimtsäureethylester mit Natrium in Ammoniak ein 2,5-Dihydro-3-phenylpropanol 2 in sehr hoher Ausbeute als leicht bräunliche Flüssigkeit. Das Massenspektrum zeigt neben dem M+-Peak bei m/z = 138 ein Fragment bei m/z = 107, die Massendifferenz von 31 ist typisch für primäre Alkohole (M - CH3O+). Auch das 1H-NMR-Spektrum bestätigt die Reduktion der Carbonylgruppe (Abbildung 4.3). Die Resonanzen für den Cyclohexadienylrest sind mit denen für 1 vergleichbar, die drei 4 Ligandensynthese 32 Methylengruppen der Alkylseitenkette erscheinen in Form eines Multipletts bei 1.63 und zweier Tripletts bei 1.98 und 3.59 ppm. 4 3 1 5 2 6 OH 1 8 7 2 3 5,6 ppm 7.0 6.0 8 5.0 4,7 4.0 3.0 2.0 1.0 Abbildung 4.3: 1H-NMR-Spektrum von 2,5-Dihydro-3-phenylpropanol 2 (CDCl3) Auch die Überlegung, die Reduktion des Esters durch den Verzicht auf Ethanol zur Zersetzung der Radikalanionen zu verhindern, brachte keinen Fortschritt: Bei mehrkernigen Aromaten kann man statt des primären Alkohols als Protonenquelle auch Ammoniumchlorid einsetzen, bei dieser als Hückel-Bretschneider-Reaktion bekannte Variante entsteht intermediär ein Dianion, welches bei Phenylderivaten jedoch nicht stabil ist [147]. Somit muss an dieser Stelle festgehalten werden, dass eine Synthese des Cyclohexadienderivats von Hydrozimtsäure mit der Birchreduktion in reiner Form nicht erfolgreich war. 4.4 Reduktion von 4-Phenylbuttersäure Die dritte Carbonsäure 4-Phenylbuttersäure in der homologen Reihe C6H5(CH2)nCOOH lässt sich unter den genannten Bedingungen problemlos und in guten Ausbeuten reduzieren. Wegen der schlechten Löslichkeit wird das Substrat als Lösung in absolutiertem Diethylether zugetropft. Nach der Aufarbeitung verbleibt ein farbloser Feststoff mit intensiv stechendem Geruch. Die Zuordnung der Resonanzen im NMR-Spektrum von 2,5-Dihydrophenylbuttersäure 3 (Abbildung 4.4) zeigt wieder das erwartete Strukturelement des 1,4-Cyclohexadienylrestes mit vergleichbaren Signallagen wie bei 1 und 2. Die zur Carboxylatfunktion α-ständigen 4 Ligandensynthese 33 Protonen erscheinen bei 2.28 ppm, die beiden anderen Methylengruppen sind im Vergleich zu 2 kaum verschoben. 4 3 1 OH 5 2 6 O 8 1 7 2 3 ppm 7.0 5,6 8 6.0 5.0 4,7 4.0 3.0 2.0 1.0 Abbildung 4.4: 1H-NMR-Spektrum von 2,5-Dihydrophenylbuttersäure 3 (CDCl3) Die Reaktivität der drei synthetisierten Cyclohexadienderivate 1 - 3 und des Gemisches aus der Reduktion von Hydrozimtsäure gegenüber Rutheniumtrichlorid soll im folgenden Kapitel untersucht werden. 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 34 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 5.1 Darstellung von [(η6-C6H5CH2COOR)RuCl(µ-Cl)]2 R = C2H5 (4), H (5) Cyclohexadienderivate reagieren mit RuIIIX3 (X = Br, Cl, I) in niederen Alkoholen unter Rückfluss zu den in Kapitel 3.1 vorgestellten chloroverbrückten Dimeren. Dabei tritt als Zwischenstufe vermutlich ein η2-Allyl-Komplex auf, die Triebkraft zur Bildung des Sandwichkomplexes mit gleichzeitiger Reduktion des Übergangsmetalls ist die Rearomatisierung des Diens. In der Reaktion von 2,5-Dihydrophenylessigsäure 1 mit RuIIICl3 in siedendem Ethanol entsteht nach sehr kurzer Reaktionszeit von 20 Minuten ein helloranger Feststoff. Das Rutheniumtrichlorid wird dabei quantitativ umgesetzt, da die Reaktionslösung nach Filtrieren des Niederschlags farblos ist. Das IR-Spektrum des Niederschlags (KBr-Pressling) zeigt mit mittelstarken Banden bei 756 und 702 cm-1 das Vorliegen eines monosubstituierten Aromaten (γ-CH) an. Eine starke Absorption bei 1749 cm-1 spricht für eine Veresterung der Carbonsäure während der Reaktion, da die C=O Valenzschwingung einer freien Carbonsäure bei Wellenzahlen um 1700 cm-1 erwartet wird [148] . Demzufolge kann die folgende Struktur für Komplex 4 angenommen werden: Cl EtOOC Cl Ru Ru Cl COOEt Cl Abbildung 5.1: Struktur von [(η6-C6H5CH2COOEt)RuCl(µ-Cl)] 2 4 Das Dimer kann dabei in zwei isomeren Strukturen vorliegen, in denen die terminalen Chloride eine cis- oder trans-Orientierung einnehmen. Allerdings wird die gezeigt trans-Konformation immer bevorzugt gebildet. Die Formulierung des Reaktionsproduktes als Halbsandwichkomplex mit Phenylethylacetat als Coligand kann durch das FAB-Massenspektrum belegt werden (Abbildung 5.1). Der Basispeak bei m/z = 636.8 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 35 entspricht der Abspaltung eines Chlorids aus dem Dimer unter Bildung des Monokations [(η6-C6H5CH2COOEt)Ru(µ-Cl)]2[Cl]+. Die weiteren Fragmentierungen entsprechen dem Verlust des zweiten terminalen und eines verbrückenden Chlorids. 100 % 90 80 636.8 70 60 50 40 30 600.9 20 564.9 10 0 100 200 300 400 500 600 700 Abbildung 5.2: FAB-Massenspektrum von 4 Die analoge Synthese mit 1,3-Cyclohexadien oder α-Phellandren dauert 4 Stunden, mit 1,3,5-Trimethylcyclohexa-1,4-dien sogar 16 Stunden [42] . Die enorm verkürzte Reaktionszeit lässt sich über eine labile Koordination der Carbonylfunktion erklären, die den Cyclohexadienrest so zum Ruthenium preorganisiert, dass die η2-Allylkoordination schneller erfolgt als bei den nicht funktionalisierten Ausgangsverbindungen. Die Veresterung, die auch für die Reaktion mit (R)-2,5-Dihydrophenylglycin 1,4-Dihydro-o-toluylsäure [43] [70] und beobachtet wird, findet auch bei Verwendung von Methanol oder n-Propanol als Lösungsmittel statt. Die Verbindung 4 ist schlecht löslich in schwach koordinierenden Lösungsmitteln wie Dichlormethan, Chloroform oder Nitromethan. Die Existenz des Dimers in diesen Solventien konnte durch osmometrische Methoden in Chloroform bestätigt werden [41]. Die gute Löslichlichkeit in koordinierenden Lösungsmitteln ist bedingt durch die Bildung monomerer Komplexe des Typs [(η6 -Aromat)RuLCl2] (L = DMSO, CH3CN). Das 1 H-NMR-Spektrum von 4 in d3-Acetonitril beweist die Bildung eines Sandwichkomplexes mit dem starken Hochfeldshift der aromatischen Protonen im Vergleich zur nicht 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren koordinierten Phenylessigsäure. Das divalente 36 Rutheniumzentralatom erhöht durch dπpπ-Rückbindung mit den unbesetzten p-Orbitalen die Elektronendichte im Aromaten, wodurch die Protonen stärker abgeschirmt werden. So erscheinen die Resonanzen für die aromatischen Protonen bei 5.74 ppm (t, Hmeta), 5.69 ppm (t, Hpara) und 5.55 ppm (d, Hortho). Die α-Protonen werden erwartungsgemäß kaum noch durch die Koordination des Metalls beeinflusst und erfahren nur einen geringen Hochfeldshift auf 3.59 ppm. Anhand der Signale bei 4.14 ppm und 1.22 ppm und deren Integralwert wird die quantitative Veresterung belegt. OEt CH2 OEt para meta ppm ortho 6.0 5.0 4.0 3.0 2.0 1.0 Abbildung 5.3: 1H-NMR Spektrum von 4 (CD3CN) Die Kohlenstoffresonanzen des aromatischen Rings erfahren ebenfalls einen deutlichen Hochfeldshift um etwa 40 ppm im Vergleich zu einem freien Aromaten und sind in der Tabelle 5.1 aufgelistet. Eine alkalische Hydrolyse des Esters ist problemlos möglich. Dazu wird eine Lösung von 4 in Wasser mit verdünnter NaOH auf pH 12 eingestellt und für 15 Minuten auf 80°C erhitzt. Die zu Beginn rote Lösung färbt sich mit zunehmendem pH-Wert hellgelb, was auf die Bildung von dreifach hydroxyverbrückten Komplexen zurückzuführen ist. Nach Spaltung des Esters wird das Natriumsalz durch Zugabe von verdünnter Salzsäure zersetzt und der Komplex 5 erhalten. Die C=O Valenzschwingung ist jetzt wie erwartet zu niedrigeren Wellenzahlen verschoben (1704 cm-1) und das Massenspektrum zeigt eine ähnliche Fragmentierung wie die 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 37 Verbindung 4 um 58 Massenzahlen reduziert. Folglich hat sich nach der Esterspaltung das chloroverbrückte Dimer wieder zurückgebildet. Cl HOOC Ru Cl Ru Cl COOH Cl Abbildung 5.4: Struktur von [(η6-C6H5CH2COOH)RuCl(µ-Cl)] 2 5 Um diesen zusätzlichen Syntheseschritt einzusparen, wurde die Umsetzung von 2,5-Dihydrophenylessigsäure mit Rutheniumtrichlorid auf ihre Lösungsmittelabhängigkeit untersucht. Der Schritt von primären zu sekundären Alkoholen (iso-Propanol, 2-Butanol) führt zur Bildung nicht identifizierbarer Produkte. Desgleichen zeigen auch aprotische Lösungsmittel keine Reaktivität. Wird die Reaktion in Wasser durchgeführt, kann nach 12stündiger Reaktion neben Phenylessigsäure noch ein brauner, schlecht löslicher Feststoff isoliert werden, der vermutlich RuIICl2 entspricht. Eine Mischung von Aceton/Wasser im Verhältnis 5:1 liefert aber die gewünschte Verbindung 5. Die zu Beginn schwarze Lösung wird im Lauf der Reaktion dunkelrot und nach Destillieren des Acetons fällt beim Abkühlen der Reaktionslösung der Komplex 5 in Form von dunkelroten Nadeln aus, die nicht für die Röntgenstrukturanalytik geeignet waren. Die NMR-spektroskopischen Daten der auf unterschiedlichem Wege erhaltenen Verbindung 5 sind identisch und unterscheiden sich mit Ausnahme des Carbonylkohlenstoffs von der Verbindung 4 nur unwesentlich (Tabelle 5.1). Das Vorliegen der freien Carboxylatfunktion erzeugt eine zusätzliche Resonanz bei 12.1 ppm in Form eines breiten Singuletts. Die Löslichkeit des Komplexes 5 ist in fast allen Lösungsmitteln erheblich schlechter als die des Esters, lediglich in protischen Lösungsmitteln wie Wasser oder Methanol kehrt sich das Verhältnis um, da jetzt über die freie Carboxylatgruppe entsprechend Wasserstoffbrücken zum Solvens ausgebildet werden. Wässrige Lösungen beider Verbindungen sind über mehrere 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 38 Wochen stabil, in Acetonitril wird unter Lichteinwirkung der Aromat langsam unter Bildung des Komplexes [Ru(CH3CN)4Cl2] in Form von roten Kristallen abgespalten. Zuordnung Verbindung 4 [ppm] Verbindung 5 [ppm] α-CH2 3.59 3.59 Hortho 5.55 5.54 Hmeta 5.74 5.74 Hpara 5.69 5.67 COOH - 12.1 α-CH2 39.3 39.0 Carom 83.2, 84.6, 86.4, 95.6 83.0, 84.5, 86.6, 97.3 CO 170.5 175.1 Tabelle 5.1: Übersicht der NMR-Spektroskopischen Daten von 4 und 5 5.2 Darstellung von [(η6-C6H5(CH2)3OH)RuCl(µ-Cl)]2 6 Das Gemisch aus 2,5-Dihydrophenylpropionsäure und Hydrozimtsäure (Kapitel 4.3) zeigt in der Umsetzung mit RuIIICl3 nicht die gewünschte Reaktivität. Sowohl in protischen als auch aprotischen Lösungsmitteln findet im Lauf der Reaktion eine Farbveränderung von schwarz nach grün statt, die für dreiwertige, gemischte Oxohalogenide des Rutheniums typisch ist. Die isolierten Produkte sind immer paramagnetisch und vermutlich ein Gemisch aus Ausgangsverbindung und [(H20)2RuIIICl4]-. Ein ähnliches Reaktionsverhalten beobachtet man, wenn man 2,5-Dihydrophenylessigsäure und Phenylessigsäure im Verhältnis 1:1 einsetzt. Ein Gemisch ohne funktionelle Gruppen wie α-Phellandren und p-Cymol reagiert dagegen mit Rutheniumtrichlorid unter Bildung des Komplexes [(η6-Cymol)RuCl(µ-Cl)]2. Keine Probleme bereitet die Reaktion von 2,5-Dihydropropanol, welches bei der Birchreduktion von Hydrozimtsäureethylester durch eine Bouveault-Blanc Reaktion entsteht, mit Rutheniumtrichlorid. Nach 6stündiger Reaktionszeit in Ethanol wird ein orangerotes 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 39 Pulver isoliert. Die massenspektroskopischen Daten belegen mit dem bereits diskutierten Fragmentierungsmuster die Bildung des zweifach verbrückten Komplexes 6 (Abbildung 5.5). HO Cl Ru Cl Cl Ru Cl OH Abbildung 5.5: Struktur von [(η6-C6H5(CH2)3OH)RuCl(µ-Cl)] 2 6 Die Löslichkeiten der Verbindungen 4 und 6 sind vergleichbar gut in koordinierenden Lösungsmitteln, in protischen Solventien löst sich 6 jedoch wesentlich besser. In Acetonitril wird der monomere Komplex [(η6-C6H5(CH2)3OH)RuCl2(CH3CN)] gebildet, dessen Protonenspektrum im aromatischen Bereich die bereits bei 4 und 5 diskutierten Verschiebungen und Aufspaltungen aufweist. Die Seitenkette zeigt mit Resonanzen bei 1.82, 2.60 und 3.57 ppm ein typisches A2M2X2-Spinsystem mit einer Triplettaufspaltung für die jeweils äußeren Protonen. Die mittlere Methylengruppen erscheint als Triplett von Triplett mit vicinalen Kopplungskonstanten 3JAM = 6.0 und 3JMX = 8.0 Hz. Löst man 6 hingegen in schwach koordinierenden Lösungsmitteln, werden alle Signalgruppen konturlos; die aromatischen Protonen erzeugen ein breites Multiplett im Bereich von 5.4 bis 6.1 ppm, für die α-CH2-Gruppe werden 2 Signalsätze bei 3.60 und 3.69 ppm beobachtet. Begründet wird dies durch eine Koordination der alkoholischen Seitenkette an das Ruthenium, wodurch die beiden Wasserstoffe diastereotop werden. Diese Ergebnisse stimmen mit denen von Kurosawa überein, der diese Verbindung zeitgleich veröffentlicht hat [63-65]. Die Bildung des κO-Chelats konnte mit röntgenkristallographischen Untersuchungen an dem Komplex [(κO:η6-C6H5(CH2)3OH)Ru(phen)][BF4]2 bewiesen werden. Die Stabilität der Verbindung 6 in wässriger Lösung ist geringer als die der bereits diskutierten Komplexe 4 und 5. Nach einiger Zeit erfolgt Zersetzung unter Abspaltung des Aromaten. Wenn die Chloride gegen schwach koordinierende Gegenionen wie BF4- oder CF3SO3- durch Umsetzung mit dem entsprechenden Silbersalz getauscht werden, beschleunigt sich dieser Zerfallsprozess. 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 40 5.3 Darstellung von [(η6-C6H5(CH2)3COOH)RuCl(µ-Cl)]2 7 Im Unterschied zu der in Kapitel 5.1 beobachteten Reaktivität von 2,5-Dihydrophenylacetat 1 dauert die Reaktion von RuIIICl3 mit 2,5-Dihydrophenylbuttersäure 2 in siedendem Ethanol wesentlich länger. Nach vier Stunden bildet sich ein roter, feinkristalliner Niederschlag, der anhand seines Protonenspektrums als das Ethylesterderivat des erwarteten dinuklearen Sandwichkomplexes identifiziert werden kann. Analog zur Darstellung von 5 kann die Synthese auch in einem Gemisch aus Aceton / Wasser durchgeführt werden und liefert nach der Aufarbeitung die Verbindung 7 in sehr guter Ausbeute von 88 % (Abbildung 5.6). RulllCl3 * H2O + COOH Aceton/H2O HOOC Reflux, 4h Ru Cl Cl Cl Ru Cl COOH Abbildung 5.6: Synthese von [(η6-C6H5(CH2)3COOH)RuCl(µ-Cl)] 2 7 Das im FAB-Massenspektrum beobachtete Fragment [M-Cl]+ bei m/z = 636.9 entsteht durch Abspaltung eines Chlorids aus dem Komplex 7 und ist zugleich der Basispeak des Spektrums. Neben dem Ion [M-2Cl]+ bei m/z = 601.9 sind keine weiteren Fragmentierungen zu beobachten, da Verbindung 7 in den verwendeten Matrixsubstanzen NBA und Milchsäure sehr schlecht löslich ist. Das gilt auch für andere Lösungsmittel wie Chloroform, Dichlormethan, Aceton oder auch Dimethylsulfoxid. Lediglich in Acetonitril, Wasser und verdünnten Mineralsäuren löst sich der Komplex gut. Die Verbindung 7 ist in wässriger Lösung nicht nur im sauren Milieu, sondern auch schwach basischer wässriger Lösung bemerkenswert stabil. Im Gegensatz dazu zeigt 6 oder auch [(η6-Cymol)RuCl2(aq)] bereits nach wenigen Stunden deutliche Zersetzung. Das Protonenspektrum von 7 ist vergleichbar mit dem von 6 mit der Ausnahme der α-Protonen, die jetzt bei wesentlich höherem Feld erscheinen. Im 13 C-NMR-Spektrum des Phenylbuttersäurekomplexes sind neben den vier Resonanzen für die aromatischen 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 41 Kohlenstoffe im Bereich von 82 bis 87 ppm noch die drei Signale der Seitenkette zu beobachten (Abbildung 5.7). Carom γ α CO ppm 160 140 120 100 80 60 40 β 20 Abbildung 5.7: 13C-NMR-Spektrum von [(η6-C6H5(CH2)3COOH)RuCl(µ-Cl)] 2 7 (CH3CN) Löst man Verbindung 7 in D2O statt Acetonitril sind im Protonenspektrum mehrere Spezies zu beobachten. Dabei wird zuerst das Dimer in die neutrale Spezies [(η6-Aromat)RuCl2(D2O)] gespalten. Diese unterliegt einem Dissoziationsgleichgewicht, in dem die terminal gebundenen Chloride gegen D2O unter Bildung [(η6-Aromat)RuCl(D2O)2][Cl] und [(η6-Aromat)Ru(D2O)3][Cl]2 ausgetauscht werden von [149,150] . Eine Koordination von OD- ist bei dem gemessenen pH-Wert von 1.63 auszuschließen. ppm 6.0 5.2 4.4 3.6 2.8 2.0 1.2 Abbildung 5.8: 1H-NMR von 7 (D2O, pH* 1.63) Für die verschiedenen Komplexe sollten natürlich auch unterschiedliche Resonanzen der aromatischen Protonen beobachtet werden, während die Methylenwasserstoffe mit 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 42 zunehmender Entfernung vom Ring nicht beeinflusst werden sollten. Aber auch die aliphatischen Protonen zeigen zwei deutlich unterschiedliche Signalsätze, die sich um bis zu 0.35 ppm voneinander unterscheiden. Ein ähnlich großer Tieffeldshift wird auch dann beobachtet, wenn die alkoholische Seitenkette der Verbindung 6 an das Zentralatom koordiniert ist, so dass eine Chelatkoordination über die Carboxylatgruppe nicht unwahrscheinlich erscheint. 5.4 Koordinationsverhalten von 5 und 7 in Abhängigkeit vom pH-Wert Das Verhalten der Verbindung [(η6-C6H6)RuCl(µ-Cl)]2 beim Lösen in Wasser ist eingehend untersucht worden. In Abhängigkeit vom pH-Wert und Gegenion lassen sich mono-, di-, tri-, und tetranukleare Rutheniumhalbsandwichkomplexe mit Wasser oder Hydroxidionen als verbrückende Elemente isolieren und kristallographisch untersuchen [151,152]. Die in Lösung vorliegenden Spezies mit nicht koordinierenden Gegenionen sind durch 1 H-NMR-spektroskopische und potentiometrische Untersuchungen bestimmt worden [153] . In saurer Lösung bis pH 3 ist die dominierende Spezies [(η6-C6H6)Ru(H2O)3]2+ (M1H0). Mit zunehmender Konzentration an Hydroxidionen entsteht eine Verbindung der Stöchiometrie MxH-x, für die mehrere Strukturen diskutiert werden können. Als eher unwahrscheinlich ist das Vorliegen des monomeren Komplexes [(η6-C6H6)Ru(H2O)2(OH)]+ zu werten, vermutlich liegt hier ein zweifach verbrückter Komplex der Konstitution [(η6-C6H6)Ru(H2O)(µ-OH)]2+ vor, da das Hydroxidion einen sehr guten Brückenligand darstellt. Diese Verbindung wird über einen Bereich von pH 2 – 6 mit einem Maximum bei pH 4 beobachtet. Im neutralen und basischem Milieu dominiert die Spezies M2H-3, welche in der Hauptsache durch die Mikrospezies [(η6-C6H6)Ru(µ-OH)3Ru(η6-C6H6)]+ beschrieben wird. H2O OH + -H Ru Ru H2O H2O H2O M1H0 -H Ru + +H OH H2O M2H-2 OH + Ru OH Ru + +H OH M2H-3 Abbildung 5.9: Protonierungsgleichgewicht für [(η6-C6H6)Ru(aq)] 2+ (vereinfacht) 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 43 Die Verbindungen 5 und 7 werden im Unterschied zum Benzolkomplex zusätzlich noch an der Carboxylatfunktion deprotoniert. Zudem könnte die Carbonsäure an das Ruthenium koordinieren oder als verbrückendes Element auftreten. Allerdings sind Rutheniumcarboxylatkomplexe als hemilabil zu betrachten, da sie in Anwesenheit eines Donorliganden wieder gespalten werden [154] . Eine solche Spezies ist also nur im sauren Bereich zu erwarten. Die Abbildung 5.10 zeigt das Protonenspektrum von [(η6-C6H5CH2COOH)Ru(aq)][OTf]2 in wässriger Lösung bei verschiedenen pH-Werten. M2H-3 pH = 12,12 pH = 9,81 pH = 6,10 M2H-2 pH = 4,67 pH = 4,08 pH = 3,69 pH = 2,23 pH = 1,75 pH = 1,53 M ppm 6.2 5.8 5.4 5.0 4.6 4.2 3.8 3.4 3.0 Abbildung 5.10: 1H-NMR-Spektren von [(η6-C6H5CH2COOH)Ru(aq)][OTf] 2 (D2O) Im neutralen und basischen Bereich wird nur eine Spezies beobachtet, die vermutlich die dinukleare Verbindung [(η6-C6H5CH2COO)Ru(µ-OH)3Ru(η6-C6H5CH2COO)]2- repräsentiert. Diese Spezies wird ab einem pH-Wert von 4.5 gebildet, was mit der Beobachtung für den Benzolkomplex übereinstimmt. Auch zeigen die aromatischen Protonen ähnlich wie bei der Benzolverbindung einen Hochfeldshift um circa 0.60 ppm, was durch die Veränderung der 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 44 Koordinationssphäre mit dem Austausch der Wasserliganden gegen die ionischen Hydroxidionen zustande kommt. Im sauren Bereich bei pH 2 wird ebenfalls nur eine Spezies beobachtet, die dem Komplex [(η6-C6H5CH2COOH)Ru(H2O)3]2+ entspricht. Deutlich komplizierter gibt sich das Protonenspektrum bei pH-Werten um 2.5 bis 4.5. Für das aromatische System sind hier 3 Sätze zu beobachten, diese Beobachtung ist konsistent mit dem System [(η6-Benzol)Ru(aq)]. Aber die Methylengruppe erzeugt 4 Resonanzen im Bereich von 3.0 bis 3.9 ppm. Bei diesem pH-Wert wird auch die Carboxylatfunktion deprotoniert (pKA-Wert von Phenylessigsäure: 4.75), was die zusätzlichen Signale erklärt. Für die Koordination der Seitenkette ergeben sich keine Anzeichen, die Ausbildung eines intramolekularen Chelatkomplexes ist für Verbindung 5 auch eher unwahrscheinlich, da das resultierende System sehr gespannt wäre. Verlängert man den Linker um 2 Methylengruppen, ist die Ausbildung eines κO: η6-Komplexes günstiger. Dieser Sachverhalt lässt sich durch eine Titration von [(η6-C6H5(CH2)3COOH)Ru(aq)][OTf]2 bestätigen (Abbildung 5.11). pH = 12.24 M2H-3 pH = 8,37 pH = 5,94 pH = 5,00 pH = 3,97 pH = 3,22 pH = 2,86 M’ M ppm 6.0 pH = 2,45 5.6 5.2 4.8 4.4 4.0 3.6 3.2 2.8 2.4 2.0 Abbildung 5.11: 1H-NMR-Spektren von [(η6-C6H5(CH2)3COOH)Ru(aq)][OTf] 2 (D2O) 5 Darstellung von chloroverbrückten Rutheniumdimeren 45 Im neutralen und basischen Bereich ist wieder eine Spezies dominant, die Resonanzen der aromatischen Protonen von 5 und 7 unterscheiden sich bei den jeweiligen pH-Werten nur um maximal 0.03 ppm. Demzufolge kann wieder eine trimer hydroxyverbrückte Struktur M2H-3 angenommen werden. Im sauren Bereich lassen sich aber Besonderheiten ausmachen. Hier entsteht eine Spezies M’ mit einem Maximum bei pH 4.5, in der die Signale der Methylenwasserstoffe zu tiefem Feld verschoben sind. Des weiteren sind die zu dieser Spezies gehörenden ortho- und meta-Protonen zu höherem Feld verschoben. Dieser Shift wird bei dem Phenylessigsäurekomplex nicht beobachtet, so dass in diesem pH-Bereich die Carboxylatfunktion eine Rolle beim Koordinationsmodus spielen könnte. Ob sie aber verbrückend ist oder ein monomerer Komplex mit einer „tethered“-Seitenkette vorliegt, kann anhand der spektroskopischen Daten nicht eindeutig geklärt werden. Um die Situation bei der Deprotonierung der Verbindungen 5 und 7 zu vereinfachen, wird im folgenden Kapitel die Synthese Halbsandwichkomplexen mit bidentaten Polypyridylliganden beschrieben. Dann werden maximal zwei Deprotonierungsschritte erwartet und unter Zuhilfenahme von potentiometrischen Untersuchungen sollte sich zweifelsfrei zeigen lassen, ob die Seitenkette zu einer Chelatisierung fähig ist. 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 46 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen Bidentate stickstoffhaltige Liganden bilden mit Ruthenium in den Oxidationsstufen 0 bis IV Komplexe, die durch den Chelat-Effekt und die π-Acceptoreigenschaften des Liganden sehr gut stabilisiert werden. Verbindungen des Typs [RuII(Diimin)3]2+ sind seit Mitte der siebziger Jahre bekannt und zeichnen sich durch außergewöhnliche photophysikalische Eigenschaften aus, die Anwendungen im Bereich von photoelektrochemischen Zellen [155] , photosensitiven Einheiten in supramolekularen Systemen für Energie- und Elektronentransfer Umwandlung von Solarenergie ermöglicht haben Komplexe auch in der Intercalationschemie [157] [127-129] [156] und zur . Einen festen Stellenplatz haben diese , wo für ein interessantes Lumineszenz- phänomen [158,159] der Begriff molekularer Lichtschalter geprägt wurde (Abbildung 6.1). 1.0 2+ N N N N N N Ru N Emission mit DNA 0.5 N ohne DNA 0.0 600 700 800 900 λ (nm) Abbildung 6.1: Λ-[(phen)2Ru(dppz)] 2+: Struktur (links) und Emissionsspektrum (DNA als „molekularer Lichtschalter“, rechts) Halbsandwichkomplexe des Rutheniums mit Diiminliganden werden in der Katalyse für die asymmetrische Reduktion von Iminen und enantioselektive Wasserstoffübertragung auf Carbonylverbindungen eingesetzt [160]. Zudem sind diese Verbindungen sehr gut geeignet, um die Eigenschaften von Metallintercalatoren hinsichtlich der Bindungsaffinität und Ortselektivität zu untersuchen. So hat man herausgefunden, das der „spectator-ligand“ in den Komplexen [(η6-Aromat)RuII(dppz)(aa)]2+ (aa = amino acid, Aromat = Benzol, TMB, HMB, Cymol) erheblichen Einfluss auf die Affinität zur DNA durch die Ausbildung von elektrostatischen und hydrophoben Kontakten bei den substituierten Aromaten hat [129] . Zuletzt sei noch auf die in der Einleitung beschriebene cytostatische Wirksamkeit dieser Verbindungsklasse hingewiesen. 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 47 6.1 Umsetzungen der Phenylessigsäurederivate 4 und 5 mit phen und dppz Die Reaktion der chloroverbrückten Dimere mit Donorliganden wie Acetonitril führt zur Spaltung des Komplexes und man erhält das entsprechende Monomer (Kapitel 5). Ebenso entsteht bei der Umsetzung der Verbindungen 4 bis 7 mit bidentaten Liganden wie 1,10-Phenanthrolin oder dppz ein Monomer [(η6-Aromat)RuII(LL)Cl][Cl]. Diese Reaktion wird in niederen Alkoholen wie Methanol oder Ethanol unter Rückfluss ausgeführt. So erhält man die Verbindung [(η6-C6H5CH2COOC2H5)Ru(phen)Cl][Cl] 8 in der Reaktion von 4 mit phen nach der Aufarbeitung als hellbraunes Pulver in hoher Ausbeute. Eine Verlängerung der Reaktionsdauer auf 10 Stunden in Ethanol und einem Überschuss an Ligand führt zu einer Abspaltung des Aromaten unter Bildung von [Ru(phen)3][Cl]2. In der Auswertung des FAB-Massenspektrums von 8 wird deutlich, das die Ruthenium-Aromat-Bindung bei weitem nicht so stabil ist, wie der fünfgliedrige Chelatring mit Phenanthrolin. Neben dem Basispeak bei m/z = 481.0 sind noch die Abspaltung des koordinierten Chloridions (446.0, 14%) und des Aromaten zu beobachten (316.9, 26 %), das Fragment [(η6-Aromat)Ru]+ wird hingegen nicht gefunden. COOEt N Ru + Cl [Cl] - N 5,6 2,9 4,7 3,8 Abbildung 6.2: Struktur der Verbindung [(η6-C6H5CH2COOC2H5)RuCl(phen)][Cl] 8 Das Protonenspektrum von 8 in Acetonitril belegt die Koordination des Pyridylliganden mit einem Tieffeldshift der aromatischen Wasserstoffe im Vergleich zu 4. Am größten ist der Shift für die ortho-Protonen mit 0.60 ppm und meta-Protonen mit 0.49 ppm, wohingegen die Verschiebung des para-Wasserstoffes nur 0.16 ppm beträgt. Fast unberührt von der Koordination des Phenanthrolins sind die Wasserstoffe des Ethylesters bei 1.19 und 4.10 ppm zu sehen, die Methylengruppe erscheint als Singulett bei 3.67 ppm. Löst man Verbindung 8 in deuterierten Lösungsmitteln mit aciden Protonen (D2O, CD3OD), wird dieses Signal bereits 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 48 nach wenigen Minuten nicht mehr beobachtet. Die Abbildung 6.3 zeigt das Spektrum des Komplexes in d3-Methanol (oben) und d4-Methanol (unten) jeweils 5 Minuten nach dem Ansetzen der Lösung. Die Resonanz der Benzylprotonen erscheint nur in CD3OH, dem zufolge findet an der CH2-Gruppe also ein sehr schneller H/D-Austausch statt. 5,6 CH2 Harom 2,9 4,7 3,8 CD3OH CD3OD ppm 9.0 8.0 7.0 6.0 5.0 4.0 3.0 2.0 Abbildung 6.3: 1H-NMR-Spektrum von 8 in CD3OH (oben) und CD3OD (unten) Die Koordination des Übergangsmetalls aktiviert den Aromaten üblicherweise für die nukleophile Substitution oder Addition, da die Acidität der Ring- und Benzylwasserstoffe erheblich gesteigert wird (Abbildung 6.4). Dabei erfolgt die Addition stets unter Bildung von exo-substitutierten η5-Cyclohexadienyl-Komplexen. Dieser Effekt wurde erstmals für den Komplex [(η6-Benzol)Cr0(CO)3] beobachtet [161] , ist aber bei den kationischen Verbindungen mit Ruthenium oder auch Mangan und Eisen wesentlich ausgeprägter [162]. gesteigerte Acidität H H H2C X 2+ Ru Nukleophile Addition oder Substitution (X = H, Cl, F) Abbildung 6.4: Reaktivität von übergangsmetallkoordinierten Aromaten 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 49 Diese Stabilisierung eines Carbanions an der Benzylposition durch die Koordination des Metalls kann die enorme Aciditätssteigerung der Methylenwasserstoffe bei der Verbindung 8 nicht alleine begründen. Gleichzeitig ist aber der Coligand mit der Carboxylatfunktion auch eine CH-acide Verbindung. Diese beiden Effekte zusammen führen zu einem säurekatalysierten H/D-Austausch der Benzylprotonen nach folgendem Mechanismus (Abbildung 6.5): D O OD2 + Ia + D O H Ib D O H R H R RO R H H R RO + RO H OD2 -H + OD2 6 + R = [(η -C6H5)RuCl(phen)] D D O OD2 + R = C2H5 R RO H II D2 O D O D D O R RO H IIIa D D R RO + + O R RO H H IIIb IV Abbildung 6.5: Mechanismus der säurekatalysierten H/D-Austauschreaktion von 8 Der erste Schritt ist die Addition eines Deuterons unter Bildung der resonanzstabilisierten Intermediate Ia und Ib. Die nachfolgende Abspaltung eines Protons an der Methylengruppe ergibt die neutrale Enolform der Carbonylverbindung II, die jetzt ein Deuteron aufnimmt und die deuterierte Zwischenstufe III bildet. Nach einem abschließenden Deprotonierungsschritt erhält man das Austauschprodukt IV, das zweite Proton wird analog substituiert. 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 50 Der Einfluss der Metallkoordination an das Polypyridylsystem äußert sich in einem Tieffeldshift der Protonenresonanzen. Die geringere Abschirmung zeigt, dass der π-Rückbindungsanteil an der Metall-Stickstoff-Bindung geringer ist als der σ-Anteil. Die im Bereich und von 8.12 bis 9.90 ppm liegenden Signale haben das erwartete Integralverhältnis von 8 zu 5 für die Phenylessigsäure. Einfach zuzuordnen ist das Singulett bei 8.22 ppm, es gehört zu den Protonen 5 und 6, die keine koppelnden Nachbarn haben. Das Signal bei höchstem Feld wird dem Stickstoff benachbartem Proton zugeordnet und hat eine 3 J-Kopplung von 5.5 Hz mit dem Signal bei 8.12 ppm. Dieses Dublett von Dublett gehört zwangsläufig zu den Protonen 3 und 8, die Kopplung 3JH3H4 = 8.0 Hz findet sich entsprechend im Signal der Wasserstoffe 4 und 7 bei 8.86 ppm wieder (Abbildung 6.3). Das Kohlenstoff-Spektrum von Verbindung 8 kann mit Hilfe des zweidimensionalen NMR-Experiments HMQC-TOCSY aufgeschlüsselt werden. Die Zuordnung der quarternären Kohlenstoffe erfolgt mittels eines HMBC-Spektrums. 5,6 3,8 Phenyl 4,7 2,9 Cq Me OEt Cq CO 180 160 140 120 100 80 60 40 20 ppm Abbildung 6.6: 13C-NMR-Spektrum von 8 (CD3OD) Für die Lage der Resonanzen sind ähnliche Effekte zu beobachten, wie sie in der Diskussion des Protonenspektrums bereits erläutert wurden: Die aromatischen Kohlenstoffe der beiden Liganden sind im Vergleich zu den Ausgangsverbindungen tieffeldverschoben, für den Ester wird keine Veränderung beobachtet. Die Resonanz der Methylengruppe wird im Spektrum nicht eindeutig gefunden, da der H/D-Austausch zu einem Fehlen des NOE führt und das Signal demzufolge kaum Intensität besitzt. Bei 40 ppm lässt sich aber ein sehr schwaches Multiplett erkennen, dessen Aufspaltung aus der Kopplung des Kohlenstoffes mit Deuterium zustande kommt. 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 51 Von der Verbindung [(η6-C6H5CH2COOC2H5)Ru(phen)Cl][OTf] 8a lassen sich durch Diffusion von Diethylether in eine methanolische Lösung für die Röntgenstrukturanalyse geeignete Einkristalle züchten. Die hellroten Nadeln kristallisieren in der monoklinen Raumgruppe P21/c. Die Elementarzelle enthält vier Moleküle und hat ein Volumen von 2449.8(8) Å3. C110 C111 O18 C11 C13 O19 Ru C14 C17 Cl C22 N21 N210 C29 C24 C27 C25 C26 Abbildung 6.7:Struktur des Kations von 8a Der Chelatring [Ru-N21-C214-C211-N210] ist kaum aus der Ebene des heterocyclischen Systems heraus gekippt, beide Ebenen schließen einen Winkel von 0.7° ein. Der Phenanthrolinligand ist annährend planar mit einer durchschnittlichen Abweichung der Atome aus der Ebene von 0.03(2) Å. Die Bindungslängen des Zentralatoms zu den Liganden liegen im erwarteten Bereich [39] und sind der Tabelle 6.1 zu entnehmen. Auch das Phenylsystem ist fast ideal planar mit einer maximalen Abweichung von 0.05(4) Å. Die Bindungslängen innerhalb des Aromaten sollten durch die Koordination des Metalls geringfügig aufgeweitet werden, da die antibindenden Phenylorbitale π* und e2u an der Metall-Ligand Bindung beteiligt sind. Dies kann jedoch unter Berücksichtigung der Standardabweichung nicht bestätigt werden, die durchschnittliche C-C-Bindungslänge beträgt 1.399(2) Å. Der Torsionswinkel C11-C16-C17-C18 von –110.4(4)° zeigt, das die Seitenkette von der Ebene des Aromaten nach oben weggerichtet ist. Komplexe des Typs [(η6-Aromat)ML3] mit einem monosubstituiertem Aromaten und identischen Liganden L können drei idealisierte Konformationen einnehmen. Neben der selten beobachteten gestaffelten gibt es zwei synperiplanare Konformationen. Handelt es sich 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 52 bei dem Substituenten um einen Elektronenakzeptor, ist die Konformation energetisch begünstigt, in der die Liganden von drei unsubstituierten Ringkohlenstoffen verdeckt sind. Die zweite ekliptische Konformation, in der auch der substituierte Kohlenstoff ekliptisch mit einem Liganden L steht, tritt dann auf, wenn der Substituent ein Elektronendonor ist [163] . Dieser Sachverhalt trifft auch auf die Verbindung 8a zu: Durch den +I-Effekt der Methylengruppe stehen die Kohlenstoffe C12, C14 und C16 annähernd ekliptisch zu den drei Heteroatomen N21, N210 und Cl (Abbildung 6.8). C14 N210 C15 C16 C17 C13 N21 Ru Cl C12 C11 Abbildung 6.8: Ansicht senkrecht zur Ebene des Aromaten von 8a Bindungsabstände [Å] Ru-N21 2.096(5) Ru-C12 Ru-N210 2.097(5) Ru-C13 Ru-Cl 2.398(9) Ru-C14 Ru-Phenyl centroid 1.680(5) Ru-C15 Ru-C11 2.194(7) Ru-C16 Bindungswinkel [°] N21-Ru-N210 77.7(2) N21-Ru-Phenyl centroid N21-Ru-Cl 84.1(1) N210-Ru-Phenyl centroid N210-Ru-Cl 85.4(9) Cl-Ru-Phenyl centroid RMS-Abweichung der Ebenen von der Planarität [Å] Ebene 1 [Ru-N21-C214-C211-N210] Ebene 2 alle Phen-Atome Ebene 3 alle Phenyl-Atome Diederwinkel [°] Ebene 1 : Ebene 2 0.7 Ebene 2 : Ebene 3 57.1 2.170(9) 2.192(8) 2.169(8) 2.194(7) 2.192(7) 131.8 131.8 127.8 0.0117 0.0321 0.0054 Tabelle 6.1: Ausgewählte geometrische Parameter der Struktur von 8a 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 53 Im Kristall bilden sich durch π-Stapelwechselwirkungen zwischen zwei Phenanthrolinliganden „Dimere“ aus, die über Triflatgegenionen zu Ketten verknüpft werden (Abbildung 6.9). Der Abstand zwischen den stapelnden Heterocyclen beträgt 3.4(5) Å. Die schwachen Wasserstoffbrücken der Triflationen werden jeweils mit dem aciden Benzylwasserstoff H17A und dem Proton H22 des benachbarten Moleküls ausgebildet. Die Abstände betragen zu H17A 2.480(6) Å (Winkel C17-H17A.....O32: 175.4°) und zu H22 2.911(5) Å (Winkel C22-H22....O32: 143.8°). Auch der zweite acide Methylwasserstoff hat eine schwache Wechselwirkung mit einem Triflatsauerstoff (C17-H17B....O33: 2.472(6) Å, 175.3°). Außerdem tragen die zwischen die Phenanthrolinsysteme ragenden Chloride mit schwachen, verbrückenden Wechselwirkungen mit den Wasserstoffen H23 (2.74(5) Å) und H25 (2.81(8) Å) zu einer Stabilisierung des Kristallgitters bei. 2.48 Å 2.91 Å 3.4 Å 2.82 Å 2.75 Å Abbildung 6.9: Darstellung der Kristallstruktur von 8a Eine basenkatalysierte Spaltung des Ethylesters 8 wie bei den Chlorokomplexen ist nicht möglich, sondern führt zur Zersetzung, wohingegen die säurekatalysierte Verseifung nicht quantitativ verläuft. Die Synthese des freien Carbonsäurekomplexes 9 erfolgt also durch die Reaktion von Phenanthrolin mit 5 in Ethanol unter Rückfluss (Abbildung 6.10). 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 54 COOH COOH Ru Cl Cl Cl Cl 1,10-phen N + Cl [Cl] - N EtOH, 1h Reflux Ru Ru HOOC Abbildung 6.10: Synthese von [(η6-C6H5CH2COOH)RuCl(1,10-phen)][Cl] 9 Man erhält einen hellgelbes Produkt, das wie alle in diesem Kapitel besprochenen Verbindungen sowohl im festen Zustand an Luft als auch in Lösung stabil ist. Lediglich bei erhöhter Temperatur unter extrem basischen Bedingungen erfolgt Zersetzung unter Abspaltung des Aromaten beziehungsweise die nukleophile Addition von OH- an den Aromaten. Das IR-Spektrum zeigt neben den intensitätsstärksten Bande der Carbonylfunktion bei 1702 cm-1 im Bereich von 1600 bis 700 cm-1 noch die C=C- und C=NValenzschwingungen sowie die C-H-Deformationsschwingungen der beiden aromatischen Systeme, die sich nicht einwandfrei dem jeweiligen Liganden zuordnen lassen. Erwartungsgemäß sind die NMR-spektroskopischen Eigenschaften von 8 und 9 sehr ähnlich, die Resonanzlagen des Phenanthrolins sind sogar identisch. Ebenso lässt sich die Methylengruppe im Protonenspektrum aufgrund der schnellen H/D-Austauschreaktion nicht beobachten. Geringe Unterschiede ergeben sich nur für das aromatische System der Phenylessigsäure (Tabelle 6.2). Zuordnung Verbindung 8 [ppm] Verbindung 9 [ppm] Hortho 6.31 6.04 Hmeta 6.38 6.37 Hpara 5.99 5.83 Cortho 85.0 81.8 Cmeta 89.5 91.3 Cpara 87.8 85.0 Cq 100.0 107.5 Tabelle 6.2: Vergleich der Resonanzlagen des Coliganden von 8 und 9 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 55 Die Reaktion von 4 und 5 mit dppz wird analog zur Synthese mit Phenanthrolin durchgeführt. Die erhöhte Reaktivität des heterocyclischen Systems führt dabei zu einer Verkürzung der Reaktionszeiten, die Umsetzung von 5 mit dppz ist bereits nach 20 Minuten nahezu quantitativ abgeschlossen. Die dppz-Komplexe sind in den meisten Solventien schwerer löslich als die Phenanthrolinverbindungen, der Komplex 11 ist in Alkoholen fast unlöslich. COOR Ru + N [Cl] Cl - N N 2,9 Komplex 11: R = H Komplex 10: R = C2H5 N 4,7 12,13 3,8 11,14 Abbildung 6.11: Struktur der Verbindungen 10 und 11 Die Massenspektren der beiden Verbindungen zeigen als Basispeak jeweils den Verlust des Chloridanions bei m/z = 583.1 (10) beziehungsweise 555.0 (11). Daneben werden noch die Fragmente [M - Cl]+, [M - Aromat]+ und [M - Aromat - Cl]+ beobachtet, womit wieder die Labilität der Metall-Kohlenstoffbindungen im Vergleich zum chelatgebundenen Liganden deutlich wird. Die freie Carbonsäure zeigt zusätzlich noch eine thermisch induzierte Decarboxylierung mit dem Fragment m/z = 510.0 [M - Cl - CO2]+. Bei der Betrachtung der Protonenspektren ist es angesichts des schnellen H/D-Austauschs der Benzylprotonen in den Komplexe 8 und 9 missverständlich, dass hier in beiden Fällen diese Wasserstoffe mit vollem Integralwert beobachtet werden (Abbildung 6.12). CH2 ppm 9.5 8.5 7.5 6.5 5.5 4.5 3.5 2.5 1.5 Abbildung 6.12: 1H-NMR-Spektrum von [(η6-PEE)RuCl(dppz)][Cl] 8 (CD3OD) 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 56 Der Grund für diesen Umstand liegt nicht an geänderten chemischen Eigenschaften des Benzylkohlenstoffs durch die Koordination des Polypyridylliganden, sondern an der Basizität der Phenanzinstickstoffe. Durch Protonierung an dieser Stelle sinkt die Konzentration an [CD3OD2]+ in der Lösung und die säurekatalysierte Reaktion verlangsamt sich. Dennoch erfolgt der H/D-Austausch innerhalb von etwa 24 Stunden quantitativ. Des weiteren sind die Protonen des Coliganden im Vergleich zu den Phenanthrolinkomplexen etwas tieffeldverschoben, da der dppz-Ligand elektronenreicher ist. Bei zu 10 und 11 vergleichbaren Halbsandwichkomplexen mit Benzol, Trimethylbenzol und Hexamethylbenzol hat sich herausgestellt, das mit zunehmendem Methylierungsgrad am Coliganden einige Protonen des dppz-Systems einen deutlichen Hochfeldshift erfahren. Mit steigender Elektronendichte des Coliganden in der Reihe Benzol → TMB → HMB wird eine Schwächung der Metall-Stickstoff Bindung verursacht, in dessen Folge die Protonen des Phenanzinliganden besser abgeschirmt werden. Am deutlichsten ist dieser Effekt für die Protonen 2,9 zu beobachten, die bei 10.02 ppm (Benzol), 9.83 (TMB) und 9.46 ppm (HMB) gefunden werden [164] . Bei den Komplexen 10 und 11 erscheint diese Resonanz jeweils bei 9.97 ppm und entspricht damit der Erwartung für einen monosubstituierten Coligand. 4,7 2,9 11,14 3,8 12,13 12,13 11,14 N 2,9 4,7 3,8,11,14 N 4,7 12,13 3,8 N ppm 10.0 9.6 9.2 8.8 8.4 8.0 7.6 7.2 N 2,9 Abbildung 6.13: Ausschnitt aus den Protonenspektren von 10 (unten) und 11 (oben) (CD3OD) Des weiteren stimmen die Resonanzlagen der verbleibenden dppz-Protonen in Verbindung 10 mit dem Benzolkomplex genau überein, während bei 11 insbesondere für die den Phenanzinbrücken benachbarten Wasserstoffe ein deutlicher Hochfeldshift zu beobachten ist, der auf die Protonierung der Brückenstickstoffe zurückgeführt wird. 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 57 6.2 Umsetzung des Phenylbuttersäurekomplexes 6 mit phen und dppz Die Reaktion von [(η6-C6H5(CH2)3COOH)RuCl(µ-Cl)] 7 mit Phenanthrolin oder dppz in siedendem Ethanol erfolgt mit sehr hohen Ausbeuten nach kurzer Reaktionszeit (1 Stunde für phen, 15 Minuten für dppz). COOH N Ru + [Cl] - N N = phen (12) dppz (13) Cl N Abbildung 6.14: Struktur der Verbindungen 12 und 13 Die Massenspektren der Produkte zeigen ein vergleichbares Fragmentierungsmuster wie die analogen η6-PEH-Verbindungen mit dem CO2-Verlust und der Abspaltung des Coliganden. Die Zuordnung der Resonanzen in den jeweiligen 1H- und 13 C-NMR-Spektren verfolgt im wesentlichen die gleiche Argumentation wie bei den Verbindungen 8 bis 11. Der einzige strukturelle Unterschied zwischen den genannten Verbindungen besteht in der Verlängerung der Seitenkette um 2 Methylengruppen, die auf die chemischen Verschiebungen des aromatischen Systems und des Polypyridylliganden kaum Auswirkungen zeigt. phen α phenyl γ ppm 9.0 8.0 7.0 6.0 5.0 4.0 3.0 Abbildung 6.15: Protonenspektrum von [(η6-C6H5(CH2)3COOH)RuCl(phen)][Cl] 12 (CD3OD) β 2.0 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 58 Die Seitenkette des Phenanthrolinkomplexes 12 erzeugt die Signale bei 2.01 ppm (β-Proton), 2.45 ppm (α-Proton) und 2.71 ppm (γ-Proton). Alle Resonanzen erfahren durch die Einführung des Phenanthrolins einen Tieffeldshift im Vergleich zur Ausgangsverbindung, dessen Größe in der Richtung γ → α abnimmt. Im Gegensatz zu den Phenylessigsäurederivaten 8 - 11 wird hier kein H/D-Austausch beobachtet, da die Enolform, die den Zwischenschritt der Reaktion darstellt, nicht mehr durch die Metallkoordination zusätzlich stabilisiert werden kann. Der dppz-Komplex zeigt das gleiche Verhalten, wobei der Tieffeldshift noch etwas höher ausfällt. In Tabelle 6.3 sind die spektroskopischen Daten des Coliganden der Verbindungen 12 und 13 gegenübergestellt. Die geringfügig höhere Abschirmung der Wasserstoffe ist auf die bessere π-Rückbindung des dppz-Liganden zurückzuführen. Zuordnung Verbindung 12 [ppm] Verbindung 13 [ppm] β-CH2 2.01 2.05 α-CH2 2.45 2.48 γ-CH2 2.71 2.77 Hpara 5.91 6.01 Hortho 6.13 6.19 Hmeta 6.36 6.43 Tabelle 6.3: Vergleich der chemischen Verschiebungen des Coliganden von 12 und 13 (CD3OD) Die Komplexe 12 und 13 sind schwer löslich in den meisten unpolaren Solventien, in Alkoholen, Acetonitril, Dimethylsulfoxid und Wasser lösen sie sich aber recht gut. Die Stabilität der wässrigen Lösung von 12 ist auch bei hohen pH-Werten ausreichend gut, um sie mit einer potentiometrischen Titration zu untersuchen (Kapitel 6.3). 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 59 6.3 Potentiometrische und NMR-spektroskopische Untersuchungen an 9 und 12 Im folgenden sollen die Verbindungen [(η6-C6H5CH2COOH)Ru(phen)(aq)][OTf]2 9 und [(η6-C6H5(CH2)3COOH)Ru(phen)(aq)][OTf]2 12 auf ihr Koordinationsverhalten in Wasser untersucht werden. Durch das Phenanthrolin werden 2 Koordinationsstellen des Ruthenium blockiert, so dass mit steigendem pH-Wert eine Deprotonierung nur noch an der Carboxylatgruppe und der freien Koordinationsstelle des Metalls erfolgen kann. In der Abbildung 6.16 sind die möglichen Deprotonierungsschritte des Systems gezeigt. Im sauren Bereich sollte nur die wasserkoordinierte Spezies MH vorliegen, die zuerst an der Carbonsäure und anschließend am terminal gebundenen Wasser deprotoniert werden kann. Neben den hydroxoverbrückten Spezies M2 H und M2H-1 sind auch noch carboxylatoverbrückte Di- oder Trimere denkbar, die aber vernachlässigt werden können. Die Chelatkoordination der deprotonierten Seitenkette wird nur im schwach sauren oder neutralen pH 2 M' N pH 12 C N MH N (CH2)n Ru O O M MH-1 (CH2)n Ru N OH2 (CH2)n Ru N OH2 COOH N OH COO N M2H N (CH2)n OH Ru COOH Ru COOH (CH2)n N N COO N M2H-1 N (CH2)n Ru N (CH2)n OH Ru COO N Ru COO (CH2)n N N Abbildung 6.16: mögliche Deprotonierungsschritte für 9 (n = 1) und 12 (n = 3) 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 60 Milieu erwartet, da das Hydroxidion ein stärkerer σ-Donor ist und bei ausreichender Konzentration diesen Bindungsmodus unterdrückt. Die zugehörige Spezies M’ kann außer wie in der Abbildung gezeigt auch als di- oder trinuklearer carboxylatverbrückter Komplex formuliert werden. Des weiteren ist diese Spezies für Verbindung 9 aufgrund der kurzen Seitenkette vermutlich energetisch ungünstig und sollte nur bei 12 in höheren Konzentrationen zu beobachten sein. Diese Annahme bestätigt sich bei der 1H-NMR-Titration der Verbindung 9 (Abbildung 6.17). In dem abgebildeten Bereich der aromatischen Protonen wird ersichtlich, dass über den gesamten Bereich nur eine Spezies MH und ihre Deprotonierungsprodukte M und MH-1 dominant ist. MH-1 12.25 11.61 9.10 M' 7.51 MH/M 5.14 3.28 MH M2H-1 1.89 ppm 10.0 9.0 8.0 7.0 6.0 5.0 Abbildung 6.17: 1H-NMR-Spektren von 9 in Abhängigkeit vom pH*-Wert (D2O) 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen Neben der Hauptspezies sind noch weitere 61 Signale zu beobachten, die der hydroxyverbrückten Spezies M2H und M2H-1 entsprechen und bis zu einem pH-Wert von 7.5 beobachtet werden. Eine weitere Spezies mit einem Existenzbereich von pH 1.9 bis 7.5 erreicht ein maximalen Speziesanteil von etwa 10 % und könnte dem intramolekularen Chelatkomplex M’ zugeordnet werden. H2,9 H5,6 Hpara ∆ δ [ppm] 0,2 0,1 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 pH* Abbildung 6.18: Veränderung der chemischen Verschiebung einiger Protonen von 9 in Abhängigkeit vom pH*-Wert Die chemische Verschiebung der Protonen der Hauptspezies zeigt zu Beginn der Titration einen leichten Tieffeldshift und ab einem pH-Wert von 6 eine starke Hochfeldverschiebung um bis zu 0.2 ppm (Abbildung 6.18). Aus den Wendepunkten der Kurven kann man grob die pKA-Werte der Deprotonierung an der Carboxylatfunktion zu 4.5 und am terminal gebundenen H2O zu 7.5 abschätzen. Für die Verbindung 12 zeigt die 1 H-NMR-Titration einen deutlich anderen Verlauf (Abbildung 6.19). Die im sauren Milieu vorliegende Spezies dominiert nicht den gesamten pH-Bereich, sondern tritt im Neutralen zugunsten der Bildung des Komplexes M’ zurück. Dieser zeigt eine deutliche Verschiebung für die Protonen der Seitenkette zu tieferem Feld, wie sie auch für den alkoholischen Chelatkomplex mit Phenylpropanol als Coligand beobachtet wird [64]. Das para-Proton dieser Spezies ist um 0.7 ppm hochfeld verschoben, was auf eine leichte geometrische Verzerrung hindeutet. Die Signale dieser Spezies erfahren mit der Veränderung des pH-Wertes keine Veränderung, da dieser Komplex nicht deprotoniert werden kann. 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 62 MH-1 11.46 7.71 M2H-1 7.03 M' MH/M 5.36 4.14 3.40 MH 2.48 10.0 9.0 8.0 7.0 6.0 5.0 Abbildung 6.19: 1H-NMR-Spektren von 12 in Abhängigkeit vom pH-Wert (D2O) Die Signale für die Protonen 2,9 des Phenanthrolins lassen sich über den gesamten pH-Bereich eindeutig differenzieren und den jeweiligen Spezies zuordnen. Eine Integration dieses Sondenprotons liefert die in Abbildung 6.20 gezeigte Speziesverteilung. 1 0,8 0,6 x MH / M / MH-1 M' M2H / M2H-1 0,4 0,2 0 2,00 4,00 6,00 8,00 10,00 Abbildung 6.20: Speziesverteilung für 12 als Funktion des pH-Wertes aus 1H-NMR-spektroskopischen Daten pH* 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 63 Für die Spezies MH, M und MH-1 wird nur ein Koaleszenzsignal der Säure und ihrer korrespondierenden Base beobachtet, daher sind diese Komplexe in der Verteilung zusammengefasst. Der Anteil dieser Spezies nimmt zu Beginn der Titration ab, um ab einem pH-Wert von etwa 7 die Verteilung wieder zu dominieren. Über den gesamten Bereich wird mit einem Anteil von maximal 22 % der hydroxoverbrückte Komplex M2H beziehungsweise M2H-1 beobachtet. Für den κO:η6-Chelatkomplex M’ wird ein Anteil von ca. 50 % an der Gesamtkonzentration bei einem Maximum von pH 5.5 ermittelt. Diese Speziesverteilung soll anhand einer potentiometrischen Untersuchung des Systems validiert werden. Da die Reaktion des Systems [(η6-C6H5(CH2)2COOH)Ru(aq)]2+ mit Hydroxidionen eine Folge von Deprotonierungsschritten darstellt, kann die pH-Änderung durch eine potentiometrische Messung in Abhängigkeit von der Zugabe von NaOH verfolgt werden. Allerdings können mit dieser Methodik nur Stabilitätskonstanten für Makrospezies ermittelt werden, dafür sind aber die einzelnen Deprotonierungsschritte der monomeren Spezies MH zu erkennen, die im Protonenspektrum zusammenfallen. Für die Bestimmung der Stabilitätskonstanten β der im Verlauf der Titration auftretenden Makrospezies werden die Programme BEST7 [165] und Hyperquad [166] verwendet. Diese berechnen für alle Messpunkte der experimentellen Titrationskurve anhand einer Massenbilanzgleichung für ein vorgegebenes Modell einen theoretischen pH-Wert. Die Anpassung zwischen den Titrationskurven wird dann durch die Methode der kleinsten Fehlerquadrate optimiert. Als Gütefaktor für die Anpassung dient bei BEST ein σfit-Wert und bei Hyperquad ein „goodness of fit“-Wert S. Eine Anpassung zwischen der berechneten und experimentellen Titrationskurve unter Vernachlässigung der hydroxoverbrückten Spezies ist nicht zufriedenstellend, mit einem σfit-Wert von 28% muss dieses Modell als falsch diskriminiert werden. Die Einbeziehung der beiden dimeren Komplexe M2H und M2H-1 führt zu einer Verbesserung der Anpassung, eine gute Übereinstimmung wird aber nur dann erzielt, wenn die protonierte Form M2H aus dem Modell entfernt wird (Abbildung 6.21). 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 64 12 10 pH 8 6 4 PH PHCALC 2 0 -4 -2 0 2 A 4 6 8 Abbildung 6.21: Beobachtete und mit BEST7 berechnete Titrationskurve für 12 Die mit den unterschiedlichen Programmen berechnete Stabilitätskonstante für den ersten Deprotonierungsschritt (Tabelle 6.4) zeigt eine gute Übereinstimung mit der Näherung des aus der 1H-NMR-Titration ermittelten pKA-Wertes der Carbonsäure von 4.5. BEST7 Hyperquad log ß MH 4,38 4,40 log ß MH-1 -8,60 -8,62 log ß M2H-1 -4,41 -4,42 σFit [%] 2,3 S [%] 4,6 Tabelle 6.4: Stabilitätskonstanten für das System 12/H20 Mit Hilfe dieser berechneten Konstanten kann eine Speziesverteilung mit dem Programm SPE [165] für das System erstellt werden (Abbildung 6.22). Die Verteilung korreliert gut mit den Daten aus der 1H-NMR-spektroskopischen Verteilung mit der Einschränkung, dass hier die Spezies M und M’ nicht getrennt erfasst werden können. 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 65 100 80 60 % M MH MH-1 M2H-1 40 20 0 2 4 6 8 10 12 pH Abbildung 6.22: pH-abhängige Speziesverteilung für 12 aus potentiometrischen Daten Die protonierte Spezies MH tritt ab pH 3.5 zugunsten der Bildung der Komplexe M und M’ zurück, die die Verteilung im schwach sauren Bereich dominieren. Signifikant in Erscheinung tritt der hydroxoverbrückte Komplex M2H-1 zwischen pH 6 und 11, was konsistent mit der NMR-Titration ist. Ab pH 7 wird der monomere Komplex MH-1 gebildet und ist oberhalb von pH 11 die einzig beobachtete Spezies. Die Annahme, dass die Seitenkette des Komplexes 9 mit einer Methylengruppe zu kurz ist, um den „tethered-Komplex“ [(κO:η6-C6H5CH2COO)Ru(phen)]2+ in signifikanter Konzentration zu bilden, hat sich als richtig erwiesen. Erst bei dem längeren Linker lässt sich die Bildung dieses Koordinationsmodus mit NMR-spektroskopischen Daten belegen. Allerdings ist die Chelatkoordination einer Carboxylatfunktion recht labil, so dass sie bereits durch Hydroxidionen wieder gespalten wird. Ob sich aus der hemilabilen κO-Koordination der Seitenkette eine Veränderung in der Reaktivität bei der η6-Markierung von Aromaten ergibt, soll im Kapitel 7 erläutert werden. 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 66 6.4 Umsetzung des Phenylpropanolkomplexes 7 mit phen und dppz Abschließend soll die Umsetzung von 7 mit den beiden bidentaten Liganden Phenanthrolin und dppz diskutiert werden. Die Synthese dauert ähnlich lange wie bei der Reaktion mit 4, wohingegen die Umsetzungen mit den freien Carbonsäurederivaten deutlich schneller verlaufen. Man erhält die Verbindungen [(η6-C6H5(CH2)3OH)RuCl(phen)][Cl] 14 und [(η6-C6H5(CH2)3OH)RuCl(dppz)][Cl] 15 in Form von hellbraunen, hygroskopischen Pulvern. Analytisch reine Produkte müssen durch Umkristallisieren aus Ethanol gewonnen werden. Die Ausbeuten der Reaktion sind hierdurch bedingt mit 64 % (14) beziehungsweise 56 % (15) wesentlich geringer als bei den anderen Komplexen dieses Kapitels. OH Ru + N [Cl] - N Cl N N = phen (14) dppz (15) Abbildung 6.23: Struktur der Verbindungen von 14 und 15 Die Zuordnung der Protonenresonanzen erfolgt mit einem H,H-COSY-Spektrum (Abbildung 6.24). Sofort fallen die drei miteinander koppelnden Protonengruppen auf: Im aliphatischen Teil des Spektrums korreliert das Signal des α-Wasserstoffs bei 3.68 ppm mit dem Multiplett bei 1.95 ppm, dieses wird folglich dem β-Proton zugeordnet. Die dritte aliphatische Resonanz für die Benzylprotonen erscheint bei 2.74 ppm als Triplett. Die aromatischen Wasserstoffe des Coliganden zeigen das bekannte Aufspaltungsmuster und werden durch die Koordination des Phenanthrolins um bis zu 0.5 ppm zu tiefem Feld verschoben. Dieser Ligand erzeugt bei 8.23 ein Singulett für die isolierten Wasserstoffe 5 und 6, die Protonen 3,8 zeigen Crosspeaks zu den Signalen bei 8.86 ppm (4,7) und 9.89 ppm (2,9). 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 67 2.0 4.0 6.0 8.0 10.0 ppm 8.0 6.0 4.0 2.0 Abbildung 6.24: H,H-COSY-Spektrum von 14 (CD3OH) In der Tabelle 6.5 werden die Resonanzen des Coliganden der Verbindungen 14 und 15 verglichen mit den Daten, die Kurosawa zeitgleich für die Verbindung [(η6-C6H5(CH2)3OH)RuCl(phen)][BF4] veröffentlicht hat [64,65]. Zuordnung Verbindung 14 [(η6-C6H5(CH2)3OH)RuCl(phen)][BF4] Verbindung 15 [ppm] [ppm] [ppm] β-CH2 1.95 1.91 2.00 α-CH2 2.74 2.70 2.82 γ-CH2 3.68 3.64 3.71 Hpara 5.90 5.85 5.99 Hortho 6.13 6.08 6.17 Hmeta 6.36 6.32 6.43 Tabelle 6.5: Vergleich der Resonanzen der Coliganden von 14 und 15 (CD3OD) 6 Synthese, Struktur und Reaktivität von Polypyridylkomplexen 68 Die geringen Unterschiede zwischen den Phenanthrolinkomplexen rühren wahrscheinlich vom Gegenion her, während bei Verbindung 15 wieder die etwas stärke π-Rückbindung des Liganden zu einer Erniedrigung der Elektronendichte im Aromaten führt und so die Abschirmung der Protonen verringert. Dieser Effekt ist bei den Kohlenstoffresonanzen nicht so deutlich ausgeprägt. Die Schwächung der Ruthenium-Kohlenstoff Bindungen wird auch in den Massenspektren von 14 und 15 bestätigt, da die Intensität der Ionen [M-Aromat]+ und [M-Aromat-Cl]+ für den dppz-Komplex in Relation zum Basispeak stets höher ist. Wie auch der chloroverbrückte Komplex 7 sind die entsprechenden Polypyridylverbindungen 14 und 15 in Lösung nicht stabil. Wenn man die Koordinationsstelle des terminalen Chlorids durch Umsetzung mit AgOTf oder AgBF4 freigibt, entsteht ein κO:η6-Komplex, der in protischen oder stark koordinierenden Lösungsmitteln schnell zerfällt. Durch Zugabe von Basen wird dieser Prozess erheblich beschleunigt, da der chelatgebundene Alkohol deprotoniert wird. Im Gegensatz zu analogen „tethered“-Halbsandwichkomplexen mit Stickstoff- und Phosphordonorfunktion wirkt sich die Koordination der Hydroxygruppe eher destabilisierend aus [62]. 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden In diesem Kapitel wird die Synthese [(η6-Aromat)Ru(η6-Aminosäure)]2+ mit von den 69 Vollsandwichkomplexen Coliganden des Phenylpropanol Typs (PPR), Phenylbuttersäure (PBS), Phenylessigsäure (PEH) und dessen Ethylesterderivat (PEE) vorgestellt. Besonderes Augenmerk gilt hier den Reaktionsbedingungen im Vergleich zu den Cymolderivaten und deren spektroskopischen Charakteristika. Des weiteren wird die chemoselektive Markierung bei der Konkurrenz verschiedener aromatischer Systeme in Dipeptiden untersucht. 7.1 Umsetzungen mit Tyrosinderivaten Tyrosin ist eine nicht-essentielle Aminosäure, die am Aufbau der Proteine mit etwa 3.5 % beteiligt ist. Die Hauptfunktion liegt in der Stabilisierung der Sekundär- und Tertiärstruktur durch Ausbildung von Wasserstoffbrückenbindungen mit der Hydroxyfunktion des parasubstituierten Aromaten. Zudem ist Tyrosin an der Synthese der Melanine beteiligt, indem es zuerst mit Hilfe der Tyrosinase zu L-Dopa hydroxiliert wird und über die Zwischenstufe eines 1,2-Chinons zu Melanin polymerisiert. L-Dopa ist gleichzeitig auch Bestandteil der Biosynthese des Neurotransmitters Dopamin und der Hormone L-Noradrenalin und L-Adrenalin. Zuerst soll die Reaktion mit N-Acetyltyrosinethylester vorgestellt werden, da man die Umsetzung mit vollgeschützten Aminosäuren als Modellreaktion für die Markierung von Peptiden betrachten kann. Die Acetylschutzgruppe hat den formalen Charakter einer Peptidbindung und der C-Terminus wird durch die stabile Estergruppe blockiert. Zur Synthese von Sandwichkomplexen aus den chloroverbrückten Dimeren wird im ersten Reaktionsschritt ein Trissolvenskomplex durch Umsetzung mit einem Silbersalz synthetisiert und in situ mit dem Substrat umgesetzt. Die Reaktivität dieser Zwischenstufe lässt sich über die Wahl des Solvens und der Gegenionen steuern. Für die nachfolgenden Reaktionen wird immer die Verbindung [(η6-Aromat)Ru((CH3)2CO)][OTf]2 eingesetzt, stärker koordinierende Solventien wie Acetonitril führen zu erheblich verlängerten Reaktionszeiten und zur Zersetzung der Ausgangsverbindung. Statt Aceton kann für die Abstraktion der Halogenide 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 70 aber auch Wasser oder Methanol verwendet werden. Der Einsatz von Trifluormethansulfonat als Gegenion erhöht im Gegensatz zu BF4- oder PF6- die Stabilität der Produkte sowohl in festem Zustand als auch in Lösung [168]. Die Reaktion mit AcTyrOEt selbst kann in mehreren Lösungsmitteln wie THF, Methanol, Dichlormethan oder Aceton durchgeführt werden. Durch Einengen der Reaktionslösungen und Ausfällen mit Diethylether erhält man in allen Fällen gelbliche Produkte, die sich in ihren physikalischen Eigenschaften nicht voneinander unterscheiden. Nachteilig hingegen ist die Verwendung von Wasser als Reaktionsmedium aufgrund von geringen Ausbeuten und Verunreinigungen durch Ausgangsverbindungen. 2+ R 16: R = CH2COOH Ru HO COOEt CH2 C H 17: R = CH2COOEt 18: R = (CH2)3COOH 19: R = (CH2)3OH NHAc Abbildung 7.1: Struktur der Verbindungen [(η6-Aromat)Ru(η6-AcTyrOEt)] 2+ 16 - 19 Mit Ausnahme der Verbindung 19 sind die vollgeschützten Tyrosinkomplexe in festem Zustand stabil gegenüber Luftsauerstoff. Der Sandwichkomplex mit der alkoholischen Seitenkette ist stark hygroskopisch und zersetzt sich nach einigen Tagen. Alle Komplexe sind gut löslich in protischen oder polaren Solventien und nahezu unlöslich in unpolaren Lösungsmitteln wie Chloroform oder Dichlormethan. In den Massenspektren wird der [M]+-Peak nur in selten beobachtet. Der Basispeak der Spektren wird zumeist durch das Fragment [M-OTf]+ repräsentiert. Weiterhin ist allen Verbindungen die Abspaltung des Coliganden gemeinsam, was sich durch das Fragment [(η6-AcTyrOEt)Ru]+ bei m/z = 353.0 belegen lässt. In der Abbildung 7.2 ist das FAB-Massenspektrum der Verbindung 16 gezeigt, in dem weitere Fragmentierungen zugeordnet werden können. 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 100 444.0 71 488.0 90 80 70 60 % 50 40 353.0 30 237.9 20 279.0 10 0 100 200 300 400 500 600 m/z Abbildung 7.2: FAB-Massenspektrum von 16 Bei 16 ist nicht das Fragment [M–OTf]+ bei m/z 488.0 der Basispeak, sondern das durch Decarboxylierung entstehende Ion [M–OTf–CO2]+ bei 444.0. Die Abspaltung der Schutzgruppen verursacht die Signale m/z = 415.0 und 373.0. Diese Ionen treten mit einer Massendifferenz von 136, die dem Verlust des Coliganden entspricht, mit höherer Intensität noch einmal auf. Weitere Spaltungen finden dann noch an der Seitenkette der Aminosäure und am Ring selbst statt, wobei der für Phenole typische CO-Verlust mit einer Massendifferenz von 28 zu Tage tritt. In der Abbildung 7.3 ist das Protonenspektrum der Verbindung 17 abgebildet, in dem sich sofort die Resonanzen der α- und β-Protonen der Aminosäure zuordnen lassen. Die diastereotopen Methylenprotonen sind der AB-Teil eines ABC-Spinsystems mit Signallagen bei 3.14 und 2.94 ppm. Damit werden diese Protonen im Vergleich zu freiem Tyrosin um 0.1 ppm zu tiefem Feld verschoben. Der α-Wasserstoff wird, obwohl er durch die Koordination des Metalls weniger beeinflusst werden sollte, um 0.2 ppm ebenfalls zu tiefem Feld verschoben. Die beiden Ethylesterfunktionen sind chemisch nahezu äquivalent und resonieren im erwarteten Bereich. Auch die Methylprotonen der Acetylschutzgruppe lassen sich eindeutig zuordnen, sie erzeugen ein scharfes Singulett bei 2.02 ppm. Bei den Vollsandwichkomplexen mit Phenylessigsäure als Coligand kann der Benzylwasserstoff in CD3OD aufgrund des bereits diskutierten H/D-Austausch nicht beobachtet werden. Nimmt 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 72 man das Spektrum entsprechend in CD3OH auf, erscheinen die Protonen fast unverschoben bei 3.58 ppm. OEt Ac OEt PEE Tyr α ppm 7.0 6.0 5.0 β 4.0 3.0 2.0 Abbildung 7.3: 1H-NMR Spektrum von [(η6-PEE)Ru(η6-AcTyrOEt)][OTf] 2 17 (CD3OD) Im aromatischen Bereich sind die Auswirkungen der Übergangsmetallkoordination jedoch deutlicher zu sehen. Für die 9 Wasserstoffe werden 5 Signalgruppen im Verhältnis 2:3:1:1:2 beobachtet, die sich nicht direkt interpretieren lassen. Im H,H-COSY-Spektrum erkennt man aber sofort die Kopplung der ersten beiden Signalgruppen bei 6.80 und 6.67 ppm, die demzufolge dem Coliganden zugeordnet werden. Das Dublett wird durch die ortho-Protonen verursacht, im dem Multiplett sind die meta- und para-Wasserstoffe enthalten. Im Gegensatz zu den im vorigen Kapiteln besprochenen Verbindungen mit „pianostool“-Geometrie ist bei den Vollsandwichkomplexen die Energiebarriere für die Rotation der Aromaten niedriger. Demzufolge sind die meta- und para-Protonen annähernd äquivalent und fallen in dem Multiplett zusammen. Für den para-substituierten Aromaten ist ein AA’BB’-System zu erwarten, die zugehörigen Signale sind aber eher als ABCD-Spinsystem zu beschreiben. Dieser Effekt wird indirekt durch die Metallkoordination verursacht. Der pKS-Wert der Hydroxyprotons beträgt für die freie Aminosäure 10.14 [169] , durch die Bildung des Sandwichkomplexes wird der pKS-Wert um etwa 8 Zehnerpotenzen erniedrigt. Der pH-Wert einer Lösung von 17 in Wasser liegt bei pH 1.7, wohingegen der pH-Wert des analogen Phenylalaninkomplexes bei 3.2 liegt. Das Hydroxylproton erreicht also in etwa die Acidität einer mittelstarken Säure. Durch die 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 73 Deprotonierung des Alkohols entsteht in Lösung das in der Abbildung 7.4 gezeigte Gleichgewicht. Durch die Bildung des η5-Oxohexadienylkomplexes geht ein Teil der Aromatizität verloren [170] , in dessen weiterer Folge die Äquivalenz der Protonen verringert wird. Dieser Koordinationswechsel ist typisch für Sandwichkomplexe von Phenolen und führt auch zu einer Verlängerung der Bindung zwischen dem sauerstofftragendem Kohlenstoff und dem Übergangsmetall im festen Zustand, wohingegen die CO-Bindung verkürzt wird. 2+ + R R H Ru + Ru + H+ HO R R O Abbildung 7.4: Protonierungsgleichgewicht von η6-markiertem Tyrosin Das Dublett bei hohem Feld im Protonenspektrum ist den meta-Protonen zugehörig, die beiden Signale im Bereich von 6.4 bis 6.52 ppm stammen von den ortho-Wasserstoffen. Wenn man Verbindung 17 in einem aprotischen Lösungsmittel spektroskopisch untersucht, stellt man fest, dass das Gleichgewicht in der obigen Abbildung eher auf der linken Seite liegt. Die Signale der meta-Protonen erscheinen dann wieder in dem für metallkoordinierte Aromaten typischem Bereich bei 6.8 ppm. α OEt β COH ppm 150 Ac EtOH 130 110 90 70 OEt 50 30 Abbildung 7.5: 13C-NMR-Spektrum vom 17 (CD3OD) 10 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 7 Der durch die Deprotonierung Kohlenstoffes wird auch im 13 entstehende 74 Carbonylcharakter des para-ständigen C-NMR-Spektrum von 17 deutlich. Während alle Resonanzen der aromatischen Kohlenstoffe durch die Koordination des Metalls einen deutlichen Hochfeldshift erfahren, wird dieser Kohlenstoff tatsächlich etwas zu tiefem Feld verschoben und erscheint bei 157.7 ppm, wenn das Spektrum in Methanol aufgenommen wird. In Nitromethan erscheint das Signal hingegen um 15 ppm hochfeldverschoben. Die Zuordnung der anderen aromatischen Resonanzen erfolgt mit Hilfe eines HMQC-Spektrums und ist in Tabelle 7.1 zusammengefasst. Im Kohlenstoffspektrum sind auch die Resonanzen der Triflat-Gegenionen bei 120.5 und 123.7 zu sehen, die auch bei allen folgenden Verbindungen immer an der gleichen Stelle mit geringer Intensität beobacht werden. Das Signal bei 58.6 ppm ist nicht der Verbindung 17 zuzuordnen, sondern auf die Bildung eines Methylesterderivats zurückzuführen: Der Coligand Phenylessigsäureethylester unterliegt in Methanol immer einer einfachen, säurekatalysierten Esterspaltung, hier kann zusätzlich noch der Ester der Aminosäure gespalten werden. Diese Gleichgewichtsreaktion ist abhängig vom pH-Wert der Lösung und lässt sich im NMR-Spektrum durch die Freisetzung von Ethanol verfolgen. In wässriger Lösung entsteht zwangsläufig die freie Carbonsäure, wobei die Reaktion nicht quantitativ verläuft. Durch den Wechsel des Coliganden in den Verbindungen 16, 18 und 19 ergeben sich für die spektroskopischen Daten der Tyrosinkomplexe im aliphatischen Bereich keine signifikanten Veränderungen, für die Resonanzen der aromatischen Protonen lassen sich aber Abweichungen feststellen (Abbildung 7.6). 19 18 16 ppm 6.70 6.50 6.30 6.10 5.90 Abbildung 7.6: Ausschnitt der 1H-NMR-Spektren von 16 – 19 (CD3OD) 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 75 Bemerkenswert ist zuerst einmal die Instabilität des Komplexes 19 mit der alkoholischen Seitenkette. Für diese Verbindung ist bereits nach wenigen Minuten die Freisetzung von Tyrosin in methanolischer Lösung zu beobachten, wohingegen die anderen drei Verbindungen deutlich stabiler sind. Die Freigabe des Ethylesters am Coliganden von 16 bewirkt keine Veränderung der Signallagen für die aromatischen Protonen, lediglich die Spaltung des Ethylesters wird leicht beschleunigt. Die Verlängerung der Seitenkette um 2 Methyleneinheiten hat gegensätzliche Auswirkungen auf die chemische Verschiebung der Protonen: Durch die sterisch anspruchsvollere Substitution wird die freie Drehbarkeit der aromatischen Systeme eingeschränkt, was dazu führt, dass die meta- und para-Protonen ihre chemische Äquivalenz in den Verbindungen 18 und 19 wieder verlieren. Gleichzeitig shiften die Protonen des Coliganden zu höherem Feld, wohingegen die Tyrosinwasserstoffe tieffeldverschoben werden. Es wird aber deutlich, dass alle Verbindungen dem in Abbildung 7.4 gezeigten Protonierungsgleichgewicht unterliegen. Die Kohlenstoffresonanzen der vier Verbindungen unterscheiden sich kaum voneinander und sind in Tabelle 7.1 aufgeführt. Zuordnung 16 [ppm] 17 [ppm] CH3 Ethyl 14.7 Ac 22.7 β-CH2 36.7 18 [ppm] 19 [ppm] CH2 Ethyl 63.4 63.5 63.6 63.5 α-CH2 54.3 54.5 54.4 54.4 CHortho 81.4, 81.5 81.4, 81.5 81.5 81.5, 81.6 CHmeta 97.0, 97.2 97.1, 97.2 96.7, 96.9 96.6, 96.8 Cq 103.3 103.3 103.6 103.7 COH 158.7 158.9 156.7 156.11 Tabelle 7.1: Übersicht der chemischen Verschiebungen der Tyrosinkohlenstoffe in den Verbindungen 16 - 19 Unterschiede für die Reaktivität der vier unterschiedlichen Metallmarker in der Synthese der Verbindungen 16 – 19 ergeben sich nur für den Phenylpropanolkomplex, für den die Reaktionszeit im Vergleich zu den anderen Verbindungen um den Faktor 2 verlängert werden muss. Die Umsetzung von [(η6-Cymol)Ru(solv)3][OTf]2 mit AcTyrOEt in CH2Cl2 benötigt 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 76 unter Rückfluss 3 Stunden, diese Reaktionszeit muss auch bei den Verbindungen 16 – 18 angewendet werden. Demzufolge ist die Reaktivität der Halbsandwichkomplexe vergleichbar, wenngleich auch das Phenylbuttersäurederivat höhere Ausbeuten liefert. Bereits die Verwendung der einseitig ungeschützten Aminosäure AcTyrOH hat zur Folge, dass die Reaktion nicht mehr in Dichlormethan oder Methanol durchgeführt werden kann. Stattdessen muss die Reaktion jetzt im sauren Medium erfolgen, wie es auch schon für das Cymolfragment belegt wurde. Es ist zwar ausreichend mit einem 10fachen Überschuss an Trifluoressigsäure in Aceton zu arbeiten, handlicher ist aber die Reaktionsführung in reiner TFA bei 40°C. Auch war es nicht möglich, unter Verwendung von [(η6-PBS)Ru(aq)]2+ in wässriger Lösung bei pH 5 eine selektive Markierung des Aromaten zu erreichen. Offenbar ist die bei diesem pH-Wert nachgewiesene hemilabile Koordination der carboxylathaltigen Seitenkette des Phenylbuttersäurekomplexes nicht dazu in der Lage, die Selektivität ausreichend zu erhöhen, so dass die Bildung von κN- oder κ2N,O-Chelaten durch Arbeiten im stark sauren Medium unterdrückt werden muss. Der Einsatz von TFA hat zur Folge, dass in den erhaltenen Produkten häufig ein Äquivalent der Säure enthalten ist. Besonders die ungeschützten Tyrosinkomplexe liegen in festem Zustand nicht in der üblichen zwitterionischen Form vor, sondern enthalten neben der protonierten Aminofunktion noch ein Trifluoroacetatanion. Dies soll nun exemplarisch für den Komplex [(η6-PEE)Ru(η6-H2TyrOH)][CF3COO]][OTf]2 20 gezeigt werden. 3+ CH2 COOEt Ru HO COOH CH2 C H NH3 Abbildung 7.7: Struktur des Kations von 20 Bereits im Massenspektrum wird die Protonierung der Verbindung 20 deutlich. Der M+-Peak durch Abspaltung eines Triflats wird mit geringer Intensität bei m/z = 709.1 beobachtet, die folgenden Fragmentierungen entsprechen den Ionen [M-OTf]+ (m/z = 559.9, 6%) und [M-TFA-OTf]+ (m/z = 446.0, 100%). Das IR-Spektrum liefert mit Banden bei 1540 und 1605 cm-1 ebenfalls einen Hinweis auf die Protonierung des Aminostickstoffs. Die Schwingungen 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 77 der Carbonylgruppen überlagern sich im Bereich von 1650 bis 1760 cm-1 und lassen sich nicht einwandfrei zuordnen. Die Freigabe der funktionellen Gruppen wirkt sich auch auf das Protonenspektrum aus (Abbildung 7.8). Das α-Proton wird durch das Fehlen der elektronegativen Schutzgruppe um 0.35 ppm zu hohem Feld verschoben und erscheint jetzt als Triplett. Die β-Protonen hingegen sind weniger stark abgeschirmt, als im vollgeschützten Komplex 17 und erzeugen ein Multiplett bei 3.20 ppm. Die Protonierung der Aminofunktion führt zu dazu, dass die beiden Protonen zunehmend isochron werden und ähnliche chemische Verschiebungen aufweisen. Die Resonanzen des Coliganden sind mit denen des geschützten Komplexes nahezu identisch, für das Tyrosinsystem ergeben sich kleine Unterschiede im Vergleich zu 17. Die Signale der meta-Protonen sind um 0.17 ppm zu hohem Feld verschoben, auch der para-ständige Kohlenstoff deutet mit einer Resonanz bei 162.6 ppm (17: 158.9) darauf hin, dass das Protonierungsgleichgewicht in Abbildung 7.4 eher auf die Seite der η5-Cyclohexadienylspezies verschoben ist. OEt OEt PEE α Tyr ppm 7.0 6.0 5.0 β 4.0 3.0 2.0 Abbildung 7.8: 1H-NMR-Spektrum von [(η6-PEE)Ru(η6-HTyrOH)][OTf] 2 20 (CD3OD) Die Stabilität der Verbindungen mit ungeschütztem Tyrosin in festem Zustand und in aprotischen Lösungsmitteln ist vergleichbar mit den vollgeschützten Verbindungen. Beim Lösen in protischen Lösungsmitteln (MeOH, H2O) erfolgt aber nach einigen Stunden Zersetzung unter Abspaltung der Aminosäure. Wie nicht anders zu erwarten, verläuft dieser Prozess bei dem Phenylpropanolderivat wesentlich schneller. 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 7.2 η6-Markierung von Phenylalaninderivaten 78 Die einfachste proteinogene Aminosäure mit einem aromatischem Rest ist das Phenylalanin. Durch den hydrophoben Rest kann das Phenylalanin in Proteinen an der Bildung von sogenannten „hydrophobic pockets“ teilnehmen. Der Anteil an der Proteinstruktur beträgt im Schnitt 4-5 %. Auch das Phenylalanin ist eine essentielle Aminosäure, die dem menschlichen Organismus über die Nahrung zugeführt werden muss. Der Abbau zu dem im vorigem Kapitel besprochenen Tyrosin mit der para-ständigen Hydroxygruppe erfolgt mit dem Enzym Phenylalanin-4-hydroxylase und dem Coenzym Tetrahydrobiopterin. Die Reaktivität der vier zur Auswahl stehenden Metallmarker orientiert sich im wesentlichen an den Trends des vorangegangenen Kapitels. Mit der beidseitig geschützten Aminosäure AcPheOMe kann die Darstellung der Vollsandwichkomplexe in Dichlormethan erfolgen, wobei der kinetisch benachteiligte Aromat längere Reaktionszeiten erfordert. Wenn eine der beiden funktionellen Gruppen freigegeben wird, muss die Markierung mit allen Markern in einem Medium erfolgen, das die Protonierung der Carboxylatgruppe oder des Aminostickstoffs sicherstellt. Dazu ist ein Überschuss an Trifluoressigsäure für N-Acetylphenylalanin in Aceton ausreichend, aber zur Verbesserung der Ausbeute und analytischen Reinheit der Reaktionsprodukte erfolgt die Darstellung der Komplexe 21 – 24 in unverdünnter TFA. Die Reaktionsdauer für die Umsetzung von AcPheOH mit [(η6-PPR)Ru(solv)3][OTf]2 beträgt 12h unter Rückfluss, für die anderen Metallfragmente halbiert sich diese Zeit. 2+ R 21: R = CH2COOH 22: R = CH2COOEt Ru COOH CH2 C H 23: R = (CH2)3COOH 24: R = (CH2)3OH NHAc Abbildung 7.9: Struktur der Verbindungen [(η6-Aromat)Ru(η6-AcPheOH)] 2+ 21 - 24 Die Sandwichkomplexe enthalten nach dem Ausfällen aus der Reaktionslösung noch Trifluoressigsäure, die durch Umkristallisieren aus MeOH/Et2O entfernt wird. Die leicht 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 79 gelblichen Pulver sind auch im Falle des Phenylpropanolkomplexes nicht hygroskopisch und stabil gegen Luftsauerstoff. Die FAB-Massenspektren der Komplexe zeigen ein ähnliches Fragmentierungsmuster wie die Tyrosinderivate. Der eigentliche [M]+-Peak wird häufig von Untergrundrauschen verdeckt und ist mit sehr geringer Intensität nur für den Komplex 23 zu detektieren. Als Basispeak tritt bei den Verbindungen 22 und 23 das Ion [M-OTf]+ in Erscheinung, für 22 hat der Peak bei m/z = 400.0 die größte Intensität und repräsentiert das [M-OTf-CO2]+-Fragment. Auch bei den vorigen Massenspektren für Komplexe mit Phenylessigsäure ist immer wieder die Decarboxylierung der Carbonsäure zu beobachten gewesen, die Phenylbuttersäurederivate zeigen mit Massendifferenzen von 44 auch diese Reaktion, jedoch sind diese Fragmente nur mit geringer Intensität zu beobachten. Die geringe Stabilität des Phenylpropanolkomplexes wird auch im Massenspektrum deutlich. Während die Verbindungen 21 – 23 das Fragment [Ru(η6-AcPheOH)]+, welches durch Abspaltung des Coliganden entsteht, mit einer Intensität von etwa 50 % aufweisen ist dieser Peak bei 24 mit einer Intensität von 100 % zu beobachten. Sowohl bei den Tyrosin- als auch den Tryptophankomplexen (Kapitel 7.3) wird die Abspaltung der Aminosäure nicht detektiert, für das Phenylalanin sind diese Fragmente jedoch eindeutig zu identifizieren (Tabelle 7.2). Fragment 21 22 23 24 - - 3 - [M-OTf]+ 62 100 100 18 [M-OTf-COOH]+ 100 8 13 - [M-OTf-Coligand]+ 44 57 43 100 [M-OTf-AcPheOH]+ 21 34 22 11 [M]+ Tabelle 7.2: Ausgewählte Fragmentierungen von 21 – 24 unter FAB-Bedingungen (Angaben in %) Die Protonenspektren der Phenylalaninkomplexe zeigen, dass die aromatischen Wasserstoffe chemisch nahezu äquivalent sind und der charakteristische Hochfeldshift für Sandwichkomplexe nicht mehr so deutlich beobachtet wird. Unabhängig von der Seitenkette des Coliganden ist bei allen Verbindungen nur ein Multiplett im Bereich 7.0 – 7.2 ppm vorhanden. Demzufolge sind die Protonen des Coliganden im Vergleich zu den Verbindungen 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 80 16 – 19 um 0.4 ppm zu tiefem Feld und die Phenylalaninresonanzen im Vergleich zur nicht markierten Aminosäure nur um 0.2 ppm zu hohem Feld verschoben. Diese Ergebnisse sind konform mit vergleichbaren Bisaromatkomplexen mit elektronenarmen Liganden [42, 86] . Im Kontrast dazu sind in Cp*RuII-markiertem Phenylalanin die Resonanzen des Phenylsystems zu 5.75 ppm verschoben [85] , da der anionische Cp*-Ligand eine wesentlich stärkere π-Rückbindung mit dem Ruthenium ausbildet. Die weiteren spektroskopischen Eigenschaften sollen am Beispiel der Verbindung [(η6-PBS)Ru(η6-AcPheOH)]]OTf]2 23 diskutiert werden. In der Abbildung 7.10 ist das HMQC-Spektrum dieser Verbindung abgebildet. Die aliphatischen Protonen der Aminosäure resonieren bei 4.81 ppm für den α-Wasserstoff und 3.11 beziehungsweise 3.36 ppm für die β-Protonen, wobei das letztgenannte Signal zum Teil vom Lösungsmittel verdeckt wird. Diese Resonanzlagen sind nur um 0.1 ppm im Vergleich zur freien Aminosäure verschoben, ebenso unbedeutend ist der Einfluss der Metallkoordination auf die Lagen der zugehörigen Kohlenstoffresonanzen bei 37.6 und 54.0 ppm. 20 β PBS α PBS γ β 40 α 60 80 ppm ppm 6.0 5.0 4.0 3.0 2.0 Abbildung 7.10: HMQC-Spektrum von 23 (CD3OD) η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 7 81 Die drei Methylengruppen der Seitenkette des Coliganden erzeugen die Signale bei 2.03 (βPBS), 2.53 (αPBS) und 2.84 ppm (γPBS). Über die entsprechenden Crosspeaks können die 13 C-Resonanzen bei 26.4, 33.6 und 34.1 ppm zugeordnet werden. Im aromatischen Bereich des 13 C-Spektrums wird der Einfluss der Rutheniumkoordination durch einen Hochfeldshift um durchschnittlich 30 ppm am deutlichsten. Bei 95 - 97 ppm erscheinen die Methinkohlenstoffe und die beiden quarternären Kohlenstoffe sind bei 114.8 und 119.0 ppm zu finden. Für den Wechsel des Coliganden in den anderen Verbindungen ergeben sich in den NMR-Spektren keine signifikanten Veränderungen für die Resonanzlagen der Phenylalaninprotonen, so dass diese hier nicht diskutiert werden sollen. Für die Kohlenstoffresonanzen der aromatischen Systeme in den Verbindungen 21 und 22 wird jedoch eine Aufspaltung der Signale beobachtet, die auf die Bildung von Rotameren hindeutet. Diese können durch Wasserstoffbrücken zwischen den funktionellen Gruppen beider Liganden die freie Drehbarkeit der Aromaten in Lösung einschränken. Ebenso gering sind die Unterschiede zwischen den beschrieben Komplexen 21 – 24 und den im Rahmen dieser Arbeit dargestellten analogen Sandwichkomplexen mit ungeschützten Phenylalanin, in denen nur die chemischen Verschiebungen der aliphatischen Protonen der Aminoacidatofunktion etwas differieren. Außerdem ist in den Massenspektren wieder die Protonierung der Aminofunktion durch das Solvens Trifluoressigsäure mit den entsprechenden Massendifferenzen zu belegen. Die ungeschützten Komplexe sind aber nur kurze Zeit in protischen Lösungsmittel stabil, da sie unter Bildung von κ2:N,O-Chelaten zerfallen. 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 7.3 Sandwichkomplexe von Tryptophanderivaten 82 Tryptophan enthält als Seitenkette ein Indolsystem und ist chemisch und strukturell die interessanteste der aromathaltigen Aminosäuren. Ihr Anteil am Aufbau der Proteine ist mit 1.1 Prozent etwas geringer im Vergleich zu Phenylalanin und Tyrosin. Auch Tryptophan kann von Säugetieren nicht synthetisiert werden und muss daher als essentielle Aminosäure mit der Nahrung aufgenommen werden. Im Stoffwechsel ist Tryptophan für die Bildung von Nicotinsäureamid (Niacin) notwendig, welches weiter zu Nicotinamid-Adenin-Dinucleotid (NAD) umgesetzt wird. Ein weiterer Metabolismus führt über 5-Hydroxytryptophan zu Melatonin und dem Neurotransmitter Serotonin. Die Reaktivität von vollgeschütztem Tryptophan ist vergleichbar mit Tyrosin, die Umsetzung erfolgt in Dichlormethan unter Rückfluss und liefert nach 2 Stunden annähernd quantitativ den Vollsandwichkomplex. Der Verzicht auf eine der beiden Schutzgruppen aber bedingt auch hier den Wechsel zu einem Reaktionsmedium, welches die Aminoacidatofunktion durch Protonierung aus dem Angebot der Koordinationsstellen entfernen muss. Dagegen hat sich die freie Carboxylatgruppe des Coliganden in den Umsetzungen mit vollgeschützten Aminosäuren als nicht problematisch erwiesen. Das Arbeiten in Trifluoressigsäure hat aber darüber hinaus noch den Vorteil, dass durch Protonierung der Acetonliganden des Trissolvenskomplexes die Reaktionszeit verkürzt wird. Demzufolge kann als einzig sinnvolle Struktur für das Reaktionsprodukt von [(η6-Aromat)Ru(Aceton)3][OTf]2 Tryptophanderivaten in TFA der Vollsandwichkomplex angenommen werden. 2+ R COOH Ru CH2 C 25: R = CH2COOH 26: R = CH2COOEt H NHAc 27: R = (CH2)3COOH 28: R = (CH2)3OH N H Abbildung 7.11: Struktur der Verbindungen [(η6-Aromat)Ru(η6-AcTrpOH)] 2+ 25 - 28 mit 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 83 Zur Charakterisierung der N-Acetyltryptophankomplexe soll im folgenden nur die Verbindung [(η6-PBS)Ru(η6-AcTrpOH)][OTf]2 27 eingehender besprochen werden, da aus den vorangegangenen Kapiteln ersichtlich ist, dass sich Seitenkette des Coliganden nur unwesentlich auf die spektroskopischen Eigenschaften der Sandwichkomplexe auswirkt. In der Synthese der Verbindung 27 entsteht ein gelbes Pulver, das sich in den meisten polaren und protischen Lösungsmittel gut löst und auch in wässrigem Medium bei pH-Werten bis 12 stabil ist. Im IR-Spektrum zeigt sich die Koordination des Rutheniums ohne Auswirkungen auf die charakteristischen Schwingungsfrequenzen der Carbonylgruppen. Die zwei starken Banden bei 1668 (Acetyl) und 1708 cm-1 (PBS) sind fast unverschoben im Vergleich zu den Ausgangsverbindungen, wobei eine der Carbonsäuren nur als schwache Schulter zu erkennen ist. Das Massenspektrum zeigt das erwartete Fragmentierungsmuster mit dem intensitätsschwachen [M]+-Peak bei m/z = 660.1 und dem Basispeak bei m/z = 511.1, der der Abspaltung des Gegenions entspricht. Die Abspaltung des Coliganden (m/z = 347.0) lässt sich im Gegensatz zu den vorangegangen Komplexen mit Tyrosin und Phenylalanin nur mit sehr geringer Intensität beobachten. H4 R Ac H3 γ H5 N H2 H1 PBS, H2,3 H5 α H1,4 ppm 7.0 6.0 5.0 β 4.0 αPBS 3.0 βPBS 2.0 Abbildung 7.12: 1H-NMR Spektrum von 27 (CD3OD) Das Protonenspektrum des Komplexes 27 zeigt einige Besonderheiten. Zuerst fällt auf, das alle Signale doppelt auftreten. Dies wird zurückgeführt auf die Bildung von facialen Diastereomeren, die bei der Koordination des Halbsandwichkomplexes an das asymmetrisch 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 84 substituierte Phenylsystem des Tryptophans auftreten. Die Koordination kann dabei von „oben“ unter Bildung des α-Isomers oder von „unten“ mit der Bildung des β-Isomers erfolgen (Abbildung 7.13). Diese Diastereomere können bezüglich der Chiralität am Rutheniumatom ähnlich wie sp3-hybridisierte Kohlenstoffe klassifiziert werden [172] . Unter der Annahme eines pseudo-tetraedrischen Zentralatoms bekommt der Coligand die höchste Priorität und die verbleibenden drei Bindungen werden zu jedem zweiten Kohlenstoff des asymmetrischen Phenylrings geknüpft und bezüglich ihrer Priorität nach den Sequenzregeln ausgewertet. So kann man die Konfiguration des α-Isomers als RRuSc und des β-Isomers als SRuSC bezeichnen. R' Ru R' R N β-Isomer Ru R N H H α-Isomer Abbildung 7.13: Mögliche Isomere bei η6-koordinierten Indolsystemen Der Unterschied in der chemischen Verschiebung eines Protonensignals der beiden Diastereomere ist nicht für alle Wasserstoffe gleich, am deutlichsten ist der Unterschied im der Resonanz des Pyrrolprotons bei 8.24 und 8.28 ppm zu erkennen. Das Intensitätsverhältnis der beiden Singuletts liegt bei 1:1, da die Bildung des RRuSc- oder SRuSc-Isomers gleich wahrscheinlich ist. Der ausgeprägte Tieffeldshift um 1 ppm zeigt, das sich das durch die Metallkoordination entstehende Elektronendefizit im benachbarten π-gebundenen Sechsring auch auf das Pyrrolsystem auswirkt. Auch die Methinwasserstoffe des Sechsrings werden durch die Metallkoordination beeinflusst, die den Brückenatomen benachbarten Protonen H1 und H4 (Abbildung 7.12) werden zu tiefem Feld verschoben und erscheinen bei 7.78 ppm als Multiplett. Die beiden weiteren aromatischen Tryptophanprotonen erfahren hingegen einen Hochfeldshift um 0.4 ppm und fallen teilweise mit den Resonanzen des Coliganden im Multiplett bei 6.7 ppm zusammen. Für die Seitenkette des Coliganden ergibt sich im Vergleich zu den Tyrosin- und Phenylalaninkomplexen ein Hochfeldshift, der in Richtung γ → α mit zunehmender Entfernung zum Aromaten abnimmt, während die Aminosäureprotonen im Vergleich zum nichtkoordinierten Tryptophan kaum Veränderungen erfahren. η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 7 85 Die Zuordnung der Kohlenstoffresonanzen (Abbildung 7.14) erfolgt unter zu Hilfenahme von HMQC- und HMBC-Spektren und ist in der Tabelle 7.3 zusammengefasst. Auch die meisten 13 C-Signale sind durch das Vorliegen der Diastereomere doppelt vorhanden. Die Veränderung γPBS αPBS C2,3 C5 C4 ppm 160 140 120 100 80 β α C1 60 40 βPBS 20 Abbildung 7.14: 13C-NMR-Spektrum von 27 (CD3OD) der Signallagen ist im Gegensatz zu den Protonenresonanzen wieder einheitlich für alle metallkoordinierten Kohlenstoffe und äußert sich in einem Hochfeldshift von bis zu 35 ppm für die betrachteten Kerne, wohingegen der allylische Kohlenstoff im Vergleich zu freiem Tryptophan weniger abgeschirmt ist und um 20 auf 144.4 ppm verschoben wird. AcTrpOH 27 Zuordnung 1 H [δ] 13 C [δ] 1 H [δ] 13 C [δ] Ac 2.02 / 2.05 22.7 / 22.9 1.94 22.7 β-CH2 3.23 / 3.43 27.7 / 28.1 3.18 / 3.40 28.8 α-CH 4.81 53.6 / 53.7 4.76 55.1 H1 7.78 82.0 / 82.1 7.36 111.4 H2 6.65 87.4 / 87.5 7.17 119.5 H3 6.65 88.4 / 88.5 7.08 122.7 H4 7.78 88.9 7.60 120.1 H5 8.24 / 8.28 144.4 7.12 124.6 Tabelle 7.3: Übersicht der NMR-Daten des Tryptophans in 27 (CD3OD) 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 86 Die spektroskopischen Eigenschaften der Verbindungen 25, 26 und 28 unterscheiden sich kaum von denen des Phenylbuttersäurekomplexes, lediglich die aromatischen Protonenresonanzen der Coliganden PEH und PEE erfahren die bereits bei den Tyrosinkomplexen diskutierten Veränderungen. In früheren Untersuchungen hat man bereits festgestellt, das die Metallkoordination an ein Indolsystem erheblichen Einfluss auf den pKA-Wert des Amidwasserstoffs hat [173] . Die Elektronen der π-Bindungen im sechsgliedrigen Teil des Aromaten werden durch die Bindungen zum Ruthenium innerhalb dieses Rings lokalisiert und damit vom Pyrrolring isoliert. Damit entsteht in diesem Teil des Moleküls ein Elektronendefizit, da mesomere Verschiebungen quasi nicht mehr stattfinden. Durch Deprotonierung kann dann ein freies Elektronenpaar des Amidstickstoffs zur Bildung eines aromatischen Fünfrings gemäss der (4n + 2)-Regel von Hückel herangezogen werden. Mit potentiometrischen und 1 H-NMR-spektroskopischen Untersuchungen wurde der pKA-Wert des Amidprotons in [(η6-Cymol)Ru(η6-AcTrpOMe)][OTf]2 zu 8.0 bestimmt [87] (freies Tryptophan: 16.8). Demzufolge kann der Amidstickstoff der metallorganisch markierten Aminosäure als Metallierungsstelle für die Einführung eines zweiten Übergangsmetalls genutzt werden, wie es für das Fragment [(dien)Pd(H2O)]2+ in neutraler wässriger Lösung nachgewiesen wurde [174]. In dieser Deprotonierungsreaktion liegt vermutlich auch die Ursache für die gesteigerte Stabilität des Tryptophankomplexe 25 – 28 unter basischen Bedingungen. Erfolgt für die Tyrosin- und Phenylalaninkomplexe nach einigen Stunden die Abspaltung der Aminosäure in diesem Medium, sind die analogen N-Acetyltryptophanverbindungen über mehrere Tage in alkalischer Lösung stabil. Die am Aminstickstoff ungeschützten Sandwichkomplexe zerfallen aber auch innerhalb weniger Stunden unter diesen Bedingungen. 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 7.4 Kinetische Untersuchung zur η6-Markierung von AcTrpOH 87 In Kapitel 6 ist für den Halbsandwichkomplex [(η6-PBS)Ru(phen)(aq)]2+ die intramolekulare Koordination der Seitenkette unter Bildung eines Chelatkomplexes im pH-Bereich 2 – 7 mit einem Gesamtspeziesanteil von ca. 50 % nachgewiesen worden. Da die Bildung eines analogen Chelatkomplexes [(η6:κO-PBSH-1)Ru(aq)]+ auch für den tridentaten Solvenskomplex angenommen werden kann (Kapitel 5), sollte für die Umsetzung mit AcTrpOH in wässrigem Medium bei schwach saurem pH-Wert eine gesteigerte Reaktivität in Hinsicht auf die η6-Markierung von N-Acetyltryptophan gegenüber der Verbindung [(η6-Cymol)Ru(aq)]2+ zu erwarten sein. COO- IV (CH2)3 I II H2O (CH2)3 OH Ru COOCOO- AcTrpORu OH - C AcTrpO H NHAc N O (CH2)3 COO CH2 C O OH H2O Ru Ru H2O H - (CH2)3 Ru H2O OH COO- O O C H III NHAc NH Abbildung 7.15: Reaktionsschema für das System [(η6-PBSH-1)Ru(aq)] / AcTrpO- in wässriger Lösung bei pH 5 (vereinfacht) Ausgehend vom monomeren „tethered“-Komplex I sollte die Bildung des Sandwichkomplexes II aus mehreren Gründen im Vergleich zum Cymolmarker bevorzugt sein. Die Bildung des κO-Tryptophankomplexes III sollte für [(η6:κO-PBSH-1)Ru(aq)]+ eine untergeordnete Rolle spielen, da der Ladungsausgleich bereits intramolekular erfolgt. Aus dem gleichen Grund ist auch die Bildung der hydroxoverbrückten Spezies IV für das (η6-Cymol)RuII-Fragment wahrscheinlicher. Demzufolge sollte in dieser Reaktion die Bildung des Vollsandwichkomplexes II für den Phenylbuttersäurekomplex im Vergleich zum (η6-Cymol)RuII-Marker kinetisch bevorzugt werden. 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 88 Zur Untersuchung dieses Sachverhalts werden 8 mM Lösungen von AcTrpOH und dem jeweiligen Solvenskomplex in D2O bei pH 5.0 (0.1 M Phosphatpuffer) angesetzt und bei 60°C in definierten Zeitabständen 1 H-NMR-spektroskopisch vermessen. Die teilgeschützte Aminosäure bietet zwar bei diesem pH-Wert die konkurrierende κO-Koordinationsmöglichkeit über die Carboxylatfunktion, aber der Einsatz des vollgeschützten Derivats AcTrpOMe ist wegen seiner schlechten Löslichkeit in Wasser nicht möglich. In der Abbildung 7.16 sind ausgewählte Spektren der Reaktion mit dem Phenylbuttersäurekomplex gezeigt. η6-markiert 120h 18h H4 10h 4h η6-markiert AcTrpOH 2h 1h 0.5h 5min ppm 7.8 7.4 7.0 6.6 6.2 Abbildung 7.16: Ausgewählte Spektren der Reaktion von [(η6-PBS)Ru(aq)] 2+ mit AcTrpOH in D2O (pH 5.0, T = 60°C) Bereits nach 30 Minuten kann die Entstehung des Sandwichkomplexes anhand des Sondenprotons H5 (vgl. Abbildung 7.12) bei 8.2 ppm detektiert werden. Der Integralwert dieses Signals nimmt im Laufe der Reaktion stetig zu, um nach etwa 18 Stunden konstant zu bleiben. Danach ändert sich das Intensitätsverhältnis zwischen diesem Wasserstoff und dem H4 der freien Aminosäure bei 7.45 ppm nicht mehr und die Reaktion ist abgeschlossen. Diese Beobachtung stimmt mit den vorangegangenen Untersuchungen (Kapitel 7.1) zur 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 89 präparativen Darstellungen von Vollsandwichkomplexen in Wasser überein, in denen keine vollständige Umsetzung in einem 1:1-Ansatz erreicht werden konnte. Allerdings entstehen unter den vorgegebenen Bedingungen auch κO-Komplexe mit der Carboxylatfunktion der Aminosäure, die den Umsatz entsprechend erniedrigen. Ausgewählte Spektren der analogen Umsetzung mit (η6-Cymol)RuII sind in Abbildung 7.17 gezeigt. Trotz der mangelnden Feinaufspaltung der Signale wird auf den ersten Blick deutlich, dass die η6-Markierung des Tryptophans in wässriger Lösung mit dem unpolaren Halbsandwichfragment in einem sehr viel geringerem Maß stattfindet, als bei dem Carbonsäurekomplex. 120h η6-markiert 18h H4 4h η6-markiert AcTrpOH 2h 1h 0.5h 5min ppm 7.8 7.4 7.0 6.6 6.2 Abbildung 7.17: Ausgewählte Spektren der Reaktion von [(η6-Cymol)Ru(aq)] 2+ mit AcTrpOH in D2O (pH 5.0, T = 60°C) Auch hier entstehen im Lauf der Reaktion bei 8.2 ppm zwei Signale, die dem allylischen Wasserstoff des Pyrrolrings zugeordnet werden. In beiden Fällen haben die Singuletts die gleiche Intensität, was verdeutlicht, dass auch unter diesen Bedingungen die Bildung der beiden diastereomeren Sandwichkomplexe gleich wahrscheinlich ist. Über die Integration dieses Signals kann man eine Speziesverteilung für die beiden Systeme erstellen. Als 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 90 Bezugspunkt dient dabei das Proton H4, dessen Integralwert in gleichem Masse während der Reaktion abnimmt und von keinem anderen Signal überlappt wird. 1,0 [(η6-PBS)Ru(η6-AcTrpOH)]2+ [(η6-Cymol)Ru(η6-AcTrpOH)]2+ 0,9 0,8 % Spezies 0,7 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0,1 0,0 1 Zeit [h] 10 100 Abbildung 7.18: Zeitabhängige Produktbildung von η6-markiertem N-Acetyltryptophan aus 1H-NMR-spektroskopischen Daten Die Auswertung über die beiden Sondensignale bestätigt, dass die η6-Markierung durch den Phenylbuttersäurekomplex etwas schneller stattfindet als bei seinem Cymolanalogon. Die Reaktion findet nur bis zu einem Markierungsgrad von ca. 35 % statt, für die nicht funktionalisierte Halbsandwichverbindung wird aber lediglich eine Markierung von ca. 16 % erreicht. Das in beiden Fällen diese Gleichgewichtseinstellung beobachtet wird, kann wie oben bereits dargelegt auf die gleichzeitige Bildung von κO-Chelatkomplexen mit der deprotonierten Carboxylatfunktion der Aminosäure zurückgeführt werden. Allerdings sind die Resonanzen dieser Produkte in den Spektren nicht von denen der Edukte zu unterscheiden. Eine vollständige Markierung des aromatischen Systems kann unter diesen Bedingungen mit [(η6-PBS)Ru(aq)]2+ durch einen etwa dreifachen Überschuss an Metallmarker erreicht werden, mit [(η6-Cymol)Ru(aq)]2+ ist ein vollständige Umsetzung auch dann noch nicht erreicht. Dadurch wird die deutliche Umsatzsteigerung für den funktionalisierten Halbsandwichkomplex unterstrichen. An dieser Stelle muss aber darauf hingewiesen werden, dass die Bildung des Sandwichkomplexes in wässriger Lösung sehr empfindlich auf die Gegenwart von benachbarten, ungeschützten Aminofunktionen reagiert. Unter diesen Bedingungen muss ein wesentlich höherer Überschuss an Metallmarker eingesetzt werden oder die η6-Markierung im einem stark sauren Medium erfolgen. 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 7.5 Chemoselektive η6-Markierung von Dipeptiden 91 Die η6-Markierung von unterschiedlichen aromatischen Systemen, die in Konkurrenz zu einander stehen, wurde erstmals 1990 von Mann an dem System Rubren untersucht [175] . In einer 1:1-Reaktion mit dem Trissolvenskomplex [(η5-Cp)Ru(CH3CN)3]+ wird bei der Reaktionsführung bei Raumtemperatur der äußere Ring des Naphthacens markiert, erhöht man die Temperatur, wird das η6phe-koordinierte Produkt gebildet. CpRu+ CpRu+ a b Abbildung 7.19: Struktur von [(η5-Cp)Ru(η6nap-Rubren)] + (a) und [(η5-Cp)Ru(η6phe-Rubren)] + (b) Da die Bildung von η6-Komplexen über η2- und η4-koordinierte Zwischenstufen erfolgt, ist die Bevorzugung des Naphthacensystem leicht zu verstehen. Die Intermediate bilden sich mit dem annelierten Sechsring mit teillokalisierten π-Bindungen schneller. Das hocharomatische Phenylsystem bildet den zwar den thermodynamisch stabileren Sandwichkomplex, aber die Energiebarriere, die durch den Verlust der Aromatizität bei der Bildung der η4-Vorstufe auftritt, liegt so hoch, dass dieses Produkt unter kinetischer Kontrolle nicht entsteht. Bestätigt wird dies durch Arbeiten von Trudell, in denen Tryptaminderivate mit aromatischen Schutzgruppen durch Umsetzung mit dem Cp*Ru(II)-Fragment unter kinetischer Kontrolle nur am heteroaromatischem System markiert wurden [176]. Die Übertragung dieses Konzepts auf biogene Liganden hat die Arbeitsgruppe von Sheldrick erstmals für die Dipeptide HPheTrpOH und HTrpPheOH gezeigt. Die Organometall- 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 92 fragmente Cp*RuII und (Cymol)RuII reagieren chemoselektiv in einem 1:1-Ansatz unter Bildung der η6Ind-koordinierten Produkte [85,86] . Das weichere Cp*IrIII-Fragment reagiert zwar ebenfalls mit Phenylalanyltryptophan chemoselektiv [89] , ein Tausch der aromatischen Systeme untereinander führt dagegen zur Bildung von κO,N-Chelaten. Im Rahmen meiner Diplomarbeit gelang es auch, mit den genannten Markern die Dipeptide HTrpTyrOH und HTyrTrpOH selektiv auf der Seite des Indolsystems zu markieren [177]. Diese Ergebnisse lassen sich problemlos auf die in dieser Arbeit verwendeten Metallmarker übertragen, wenn sie in äquimolar in Trifluoressigsäure mit den genannten Dipeptiden umgesetzt werden. Die Verwendung von TFA ist dabei zwingend, da sonst die Chelatbildung mit den ungeschützten funktionellen Gruppen des Dipeptids erfolgt. Zur Charakterisierung der Reaktionsprodukte wird zuerst immer das FAB-Massenspektrum ausgewertet, um festzustellen ob sich nur das gewünschte 1:1-Produkt gebildet hat. Danach wird die Chemoselektivität über die Auswertung der 1H-NMR-Spektren überprüft. Dabei ist es von Vorteil, dass die drei verschiedenen aromatischen Systeme charakteristische NMR-Sonden aufweisen, an denen sich die Richtung der Markierung sofort ablesen lässt. Die Reaktion der Trissolvenskomplexe [(η6-PEE)Ru(solv)3]2+ und [(η6-PBS)Ru(solv)3]2+ mit Phenylalanyltryptophan liefert nach vierstündigem Rühren in Trifluoressigsäure die Verbindungen 29 und 30 in Ausbeuten von 71 und 78 % als gelbe, luftstabile Pulver. 3+ R O CH2 CH C COOH Ru NH CH CH2 NH3 N H 29: R = (CH2)3COOH 30: R = CH2COOC2H5 Abbildung 7.20: Struktur der Kationen von 29 und 30 (α-Isomer) Die FAB-Massenspektren belegen die Bildung der mononuklearen Komplexe. Zudem liegen die markierten Peptide nicht in ihrer zwitterionischen Form vor, sondern enthalten neben der 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 93 protonierten Amingruppe immer ein Äquivalent CF3COO-, dessen Abspaltung im FAB-Massenspektrum der Verbindung 29 nachzuweisen ist. Im Protonenspektrum (Abbildung 7.21) erkennt man die chemoselektive η6-Indolkoordination durch den charakteristischen Tieffeldshift des Protons H5 auf 8.25 und 8.30 ppm und die Verdopplung aller Signale durch die Bildung der facialen Diastereomere in annähernd gleicher Menge, während die aromatischen Protonen des freien Phenylalaninrings unverschoben bei 7.37 ppm erscheinen. Die weiteren chemischen Verschiebungen liegen im erwarteten Bereich und sollen daher nicht eingehender diskutiert werden. Phe PEE / H2,3 H5 H1 H4 30 29 ppm 8.0 7.6 7.2 6.8 6.4 6.0 Abbildung 7.21: Ausschnitt aus den Protonenspektren von 29 (unten) und 30 (oben) (CD3OD) Im folgenden werden nur noch die Reaktionen mit Phenylessigsäureethylester als Coligand vorgestellt, da sich für die Chemoselektivität der anderen Marker (PBS, PEH) keine signifikanten Unterschiede ergeben. Aufgrund der Instabilität der Sandwichkomplexe mit Phenylpropanol (PPR) als Coligand sind mit dieser Verbindung keine Umsetzungen durchgeführt worden. Den Erwartungen entsprechend wird auch dann, wenn das Tryptophan die N-terminale Seitenkette darstellt, in der Reaktion von [(η6-PEE)Ru(solv)3]2+ mit HTrpPheOH das selektiv indolmarkierte Produkt [(η6-PEE)Ru(η6Ind-H2TrpPheOH)][CF3COO][OTf]2 31 gebildet. 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 94 3+ COOH O EtOOC Ru CH2 CH C NH CH CH2 NH3 N H Abbildung 7.22: Struktur des Kations [(η6-PEE)Ru(η6Ind-H2TrpPheOH)] 3+ 31 (β-Isomer) Die analytischen Daten von 31 sind weitgehend identisch mit denen von 30 und werden hier nicht gesondert diskutiert. Der Tyrosinrest ist aufgrund seiner para-ständigen Hydroxygruppe gegenüber der Phenylseitenkette der obigen Peptide in der η6-Markierung kinetisch bevorzugt. Die geänderte Reaktivität wirkt sich vor allem durch die Bildung von 2:1-Komplexen in Umsetzung von [(η6-PEE)Ru(solv)3][OTf]2 mit HTrpTyrOH oder HTyrTrpOH aus, die im FAB-Massenspektrum beobachtet werden. Durch Verdünnen der Reaktionslösung im Vergleich zu den Verbindungen 29 – 31 kann aber die Synthese der 1:1-Addukte ermöglicht werden. Die Struktur der Verbindungen [(η6-PEE)Ru(η6Ind-H2TyrTrpOH)][CF3COO][OTf]2 32 und [(η6-PEE)Ru(η6Ind-H2TrpTyrOH)][CF3COO][OTf]2 33 lässt sich wie oben aus dem 1 H-NMR-Spektrum ableiten (Abbildung 7.24). 3+ EtOOC O HO CH2 CH C COOH Ru NH CH CH2 NH3 N H Abbildung 7.23: Struktur des Kations von [(η6-PEE)Ru(η6Ind-H2TyrTrpOH)][CF3COO][OTf] 2 32 (α-Isomer) 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 95 OEt OEt Tyr EtOH H5 H1,4 α α’ β α’ α β’ 4.0 3.0 33 32 ppm 8.0 7.0 6.0 5.0 2.0 Abbildung 7.24: 1H-NMR-Spektren der Komplexe 32 (unten) und 33 (oben) (CD3OD) In den Spektren beider Verbindungen sind keine Resonanzen zu beobachten, die Hinweise auf freies Tryptophan geben. Stattdessen werden die beiden Dubletts des para-substituierten Tyrosins unverschoben im Vergleich zu den Ausgangsverbindungen mit vollem Integralwert beobachtet und belegen damit die chemoselektive η6-Markierung. Die aliphatischen Protonen der Peptidbindung werden naturgemäß kaum durch die Koordination der Rutheniummarkers beeinflusst und überlagern sich zum Teil mit den Resonanzen des Lösungsmittels und des Ethylesters. Der Ethylester wiederum unterliegt der säurekatalysierten Verseifung zum Methylester, die sich im Spektrum mit der Freisetzung von Ethanol bemerkbar macht. Die beiden letzten Dipeptide mit ausschließlich aromatischen Resten sind HPheTyrOH und HTyrPheOH. Theoretisch sollte sich eine deutliche Bevorzugung für die Markierung des Tyrosinsystems feststellen lassen, da der para-Hydroxyaromat elektronenreicher ist als der Phenylring und die π-Elektronen teillokalisiert sind. Diese Hypothese bestätigt sich, wenn der Tyrosinring auf der C-terminalen Seite steht. Man erhält unter kinetischer Kontrolle in der Reaktion des Solvenskomplexes mit HPheTyrOH das selektiv η6Tyr-markierte Produkt [(η6-PEE)Ru(η6Tyr-H2PheTyrOH)][CF3COO][OTf]2 34 mit 84% Ausbeute. 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 96 3+ COOEt Ru O CH2 CH C COOH NH CH CH2 OH NH3 Abbildung 7.25: Struktur des Kations von [(η6-PEE)Ru(η6Tyr-H2PheTyrOH)] 3+ 34 Das Massenspektrum zeigt keine Ionen mit signifikanter Intensität an, die ein 2:1-Produkt repräsentieren. Anhand des Protonenspektrums (Abbildung 7.26) erkennt man sofort die Markierung am C-Terminus mit dem charakteristischen Hochfeldshift der meta-Protonen des Tyrosinsystems auf 5.69 ppm aufgrund der in Kapitel 7.1 gezeigten Deprotonierungsreaktion. Dieser Befund wird unterstrichen mit dem Tieffeldshift der Resonanz des para-ständigen Kohlenstoffs auf 161.9 ppm. Die Bestimmung der Resonanzlagen für die α-Wasserstoffe und eines der β-Protonen ist nur über die Crosspeaks im H,H-COSY- oder HMQC-Spektrum möglich, da die genannten Signale zum Teil mit dem Ethylester und den Lösungsmittelpeaks überlappen. OEt Phe OEt PEE Tyr ppm 7.0 6.0 α 5.0 4.0 β,β’ 3.0 2.0 Abbildung 7.26: 1H-NMR-Spektrum der Verbindung 34 (CD3OD) Diesen Ergebnissen zufolge wäre für die Reaktion mit HTyrPheOH auch nur ein η6Tyr-markiertes Reaktionsprodukt zu erwarten, aber es werden stets beide aromatischen Systeme markiert. Fast unabhängig von der Reaktionsdauer und der Konzentration der Reaktionslösung wird der C-Terminus immer bevorzugt markiert, eine Änderung des 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 97 Verhältnisses wird nur durch den Übergang zu einer thermodynamisch kontrollierten Reaktion erreicht. Tyr Phe ppm 7.6 7.2 6.8 6.4 6.0 5.6 5.2 Abbildung 7.27: Ausschnitt aus dem Protonenspektrum (CD3OD) der Umsetzung von [(η6-PEE)Ru(solv)3] 2+ mit HTyrPheOH in TFA (RT, 24h) Das Markierungsverhältnis kann aus dem 1H-NMR-Spektrum (Abbildung 7.27) bestimmt werden. Das Dublett des freien Tyrosins bei 6.8 ppm und das Multiplett des unmarkierten Phenylalanins bei 7.30 ppm ergeben ein Verhältnis von 1(η6Tyr) : 2(η6Phe). Bringt man hingegen äquimolare Mengen an AcPheOH und HTyrOMe mit dem Organometallmarker [(η6-PEE)Ru(solv)3]2+ in TFA bei Raumtemperatur für 24 Stunden zur Reaktion, enthält das Produktgemisch das umgekehrte Verhältnis an Sandwichkomplexen 2(η6Tyr) : 1(η6Phe). Demzufolge muss die C-terminale Carboxylatfunktion bei der Konkurrenz zwischen Tyr und Phe eine kinetische Kontrolle auf die Richtung der Reaktion spielen können. Gestützt wird diese These durch die Beobachtung, dass in cyclischen Dipeptiden eine Chemoselektivität nicht beobachtet wird [178] . Nur einen geringen Einfluss beobachtet man hingegen in der Konkurrenz zwischen Tryptophan und Tyrosin beziehungsweise Phenylalanin. Hier ist die η6-Markierung des heteroaromatischen Systems kinetisch und thermodynamisch soweit begünstigt, das der Einfluss des linearen Dipeptids nicht zum Tragen kommt. In der Tabelle 7.4 sind die Selektivitäten der betrachteten Metallmarker noch einmal zusammengestellt. η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 7 98 Peptid [(η5-Cp*)Ru]+ [(η5-Cp*)Ir]2+ [(η6-Cymol)Ru]2+ [(η6-PEE)Ru]2+ HPheTrpOH 0:100 0:100 0:100 0:100 HTrpPheOH 100:0 - 100:0 100:0 HTyrTrpOH 0:100 20:80 0:100 0:100 HTrpTyrOH - 80:20 100:0 100:0 HPheTyrOH 33:66 0:100 0:100 0:100 HTyrPheOH 25:75 33:66 45:55 33:66 Tabelle 7.4: Übersicht der Markierungsverhältnisse verschiedener Metallmarker Um die Bevorzugung der C-terminalen η6-Markierung der thermodynamisch benachteiligten Phenylseitenkette in HTyrPheOH und der chemoselektiven η6Tyr-Markierung von HPheTyrOH zu erklären, soll der folgende Reaktionsmechanismus diskutiert werden. OH R Ru L R' + C R O -L NH CH CH2 L OH +L OH R' L L C Ru L O NH CH CH2 R' = CH2COOC2H5 + 2L R = C6H5CH3CH(NH2)CO OH - 2L R O OH Ru R' OH C CH CH2 R' NH OH C O R Ru NH CH CH2 OH Abbildung 7.28: Reaktionsmechanismus zur Erklärung der bevorzugten C-terminalen η6-Markierung in den Dipeptiden HPheTyrOH und HTyrPheOH Im ersten Teilschritt der Reaktion wird der Metallmarker schwach an den Carbonylsauerstoff der Carboxylatgruppe gebunden, die zusätzliche Möglichkeit einer κ2O,O’-Koordination mit der Hydroxylgruppe muss unter den gegeben Reaktionsbedingungen ausgeschlossen werden. Wenn der Tyrosinring nun eine günstige Position zum labil koordinierten Metall einnimmt, 7 η6-Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden 99 kann dieses eine Wechselwirkung mit den passenden Ligandengruppenorbitalen des Aromaten unter Ausbildung der η2/η4-koordinierten Zwischenstufe eingehen, wobei der Carboxylatrest vergleichsweise die Rolle des koordinationssättigenden Solvensmoleküls übernimmt. Im letzten Schritt entsteht dann der thermodynamisch stabile Vollsandwichkomplex Die 1 Bildung dieser carbonylkoordinierten Zwischenstufen konnte in einer H-NMR-spektroskopischen Untersuchung der Reaktion von Cp*IrIII mit dem betrachteten Dipeptid in CF3COOD bei Raumtemperatur beobachtet werden [177] . Die Reaktionskinetik wurde mit diesem Metallmarker durchgeführt, da die Cp*-Protonen den Vorteil der magnetischen Äquivalenz besitzen und jede der auftretenden Spezies über seine chemische Verschiebung charakterisiert werden konnte, während in der Umsetzung mit (Cymol)RuII oder (PEE)RuII unter gleichen Bedingungen für die Zwischenstufen der Reaktion keine eindeutigen Zuordnungen getroffen werden können. Die Vergleichbarkeit ist aufgrund der präparativen Ergebnisse (Tabelle 7.4) zwischen den Metallmarkern gegeben, wenn auch das weiche Iridium eher zur Bildung von κ2N,O-Chelaten neigt. Auch in der analogen Umsetzung von Cp*IrIII mit HTyrPheOH in CF3COOD kann über 1H-NMR-spektroskopische Studien die Beteiligung einer carbonylkoordinierten Zwischenstufe nachgewiesen werden. In dieser Reaktion wird zu Beginn nur die η6Phe-koordinierte Spezies beobachtet, deren bevorzugte Bildung ohne die Unterstützung der κO-Koordination der Carboxylatgruppe nicht begründet werden kann. Im weiteren Verlauf dieser Reaktion wird eine langsame Abnahme der η6Phe-Spezies zugunsten der η6Tyr-Spezies beobachtet, die entweder über ein „ring-slippage“ des Metallmarkers oder über die Spaltung der η6-Phe-Bindung im 2:1-Komplex zur thermodynamisch begünstigten Tyrosinkoordination führt (Abbildung 7.29). 100 η -Tyr 6 η -Phe 2:1 Ausgangsverbindung + Zwischenstufe 6 Spezies [%] 80 60 40 20 0 0.01 0.1 1 10 100 t [h] Abbildung 7.29: Speziesverteilung für das System HTyrPheOH / Cp*IrIII in CF3COOD (T = 25°C) 8 N-terminale Markierung von Peptiden 100 8 N-terminale Markierung von Peptiden Die in Kapitel 5 vorgestellten Halbsandwicheinheiten 5 und 7 sollen über eine Peptidsynthese kovalent an Aminosäuren gebunden werden. Allerdings ist eine direkte Inkorporation dieser chloroverbrückten Verbindungen in eine solche Synthese nicht möglich, da das Halbsandwichfragment Nebenreaktionen mit eingehen den substitutionlabilen würde. Die Chloridliganden Erkenntnisse über die unerwünschte Stabilität von Vollsandwichkomplexen mit aromatischen Carbonsäuren als Coligand in festem und gelöstem Zustand sprechen deshalb dafür, das Ruthenium durch die Bildung eines Sandwichkomplexes mit Hexamethylbenzol zu blockieren. In diesem Kapitel wird kurz die Synthese und Charakterisierung solcher vollständig geschützter Ausgangsverbindungen erläutert und dann ihre Umsetzung mit Aminosäuren in einer klassischen nasschemischen Peptidsynthese vorgestellt. Statt der Synthese des HMB-Sandwichkomplexes sind auch andere Varianten denkbar, um das Ruthenium koordinativ zu sättigen. Besonders reizvoll erscheint die Möglichkeit, aus [(η6-PEH)RuCl(1,10-phen)][Cl] 9 oder [(η6-PBS)RuCl(1,10-phen)][Cl] 12 durch Umsetzung mit Kohlenmonoxid Metallcarbonyle zu synthetisieren. Derartige Verbindungen wären auch in komplexen biologischen Mischungen über die charakteristische IR-Absorption des Carbonylliganden quantitativ zu bestimmen und bieten über den Polypyridylliganden die Option, photophysikalische Untersuchungen an metallierten Peptiden durchzuführen. 8.1 Umsetzung von 5 und 7 mit Hexamethylbenzol Analog zu der η6-Markierung der aromathaltigen Aminosäuren muss aus den chloroverbrückten Dimeren zuerst der reaktivere Trissolvenskomplex durch Ausfällen der Chloride aus einer Lösung von 5 respektive 7 in Aceton mit Silbertriflat erfolgen. Die Lösung wird zur Trockne eingeengt und zusammen mit HMB in Trifluoressigsäure zur Reaktion gebracht. Die Komplexe [(η6-PEH)Ru(η6-HMB)][OTf]2 35 und [(η6-PBS)Ru(η6-HMB)][OTf]2 36 werden als weiße luftstabile Pulver isoliert, die Verbindung 36 sogar in annähernd quantitativer Ausbeute von 97 %. Die FAB-Massenspektren zeigen in beiden Fällen neben dem Basispeak [M-OTf]+ die Abspaltung der aromatischen Carbonsäure nur mit sehr geringen 8 N-terminale Markierung von Peptiden 101 Intensitäten an (PEH: 12%, PBS: 8%). Der elektronenreiche Ligand HMB scheint den Vollsandwichkomplex ähnlich wie Tryptophan im Vergleich zu den Tyrosin- und Phenylalaninkomplexen aus Kapitel 7 insgesamt zu stabilisieren. [(η6-C6Me6)Ru]2+ HMB OH O Phe γ ppm 6.4 5.6 4.8 4.0 3.2 α β 2.4 1.6 Abbildung 8.1: Struktur und Protonenspektrum von 36 (CD3OD) Die 1 H-NMR-Spektren der beiden Verbindungen zeigen für die 18 Protonen des Hexamethylbenzols ein scharfes Singulett bei 2.59 ppm. Für die Verbindung 35 kann die Methylengruppe wie erwartet wegen des H/D-Austausches nicht beobachtet werden. Die Seitenkette des Phenylbuttersäurekomplexes 36 erzeugt Resonanzen bei 2.00 (β-CH2), 2.51 (α-CH2) und 2.62 ppm (γ-CH2). Das Phenylsystem erscheint in beiden Fällen als Multiplett bei 6.75 ppm mit angedeuteter Feinaufspaltung, da auch für diesen Liganden fast freie Drehbarkeit gegeben ist. Damit liegen die Signale des Phenylrings wie erhofft noch in dem typischen spektralen Fenster von 4.8 bis 6.8 ppm der Aminosäuren. Eine Interferenz ist nur für die Signale des Tyrosinrestes gegeben, dessen meta-Protonen ein Dublett bei 6.8 in CD3OD erzeugen. Farblose Einkristalle der beiden Verbindungen werden durch Diffusion von Diethylether in eine methanolische Lösung erhalten. Aufgrund einer starken Fehlordnung der Carboxylatfunktion in 35 konnten die beteiligten C- und O-Atome in der DifferenzFouriersynthese nicht lokalisiert werden, während bei 36 nicht einmal für die Triflationen eine Fehlordnung beobachtet wird. Die weitere Diskussion beschränkt sich deshalb auf 36. 8 N-terminale Markierung von Peptiden 102 Die Verbindung 36 kristallisiert in der monoklinen Raumgruppe P21/c mit den Gitterkonstanten a = 13.006(2), b = 14.891(2) und c = 16.091(2) Å. Die Elementarzelle hat ein Volumen von 3105.4(8) Å3 und enthält vier Komplexkationen neben den Gegenionen. Zusätzlich wird bei der Kristallisation ein Methanolmolekül in die Struktur eingebaut. Die Länge der Ru-C-Bindungen beträgt im Durchschnitt für die aromatische Carbonsäure 2.22 Å und für das Hexamethylbenzol 2.24 Å. Für ähnliche Sandwichkomplexe des biskationischen Rutheniums werden vergleichbare Bindungslängen gefunden [86,179] , wobei man eigentlich eine Verkürzung der Bindungslängen zum HMB erwarten würde. Die Kleinste-Quadrat-Ebenen der beiden aromatischen Systeme haben einen Abstand von 1.723(5) Å (PBS) und 1.735(4) Å (HMB) zum Zentralatom und sind damit im Rahmen der Standardabweichung identisch. Die Liganden sind mit einem eingeschlossenen Diederwinkel von 1.4(3)° parallel zueinander und haben einen Abstand von 3.458(5) Å. Dabei nehmen sie die energetisch begünstigte ekliptische Konformation ein [163] , der Torsionswinkel zwischen den Atomen C14, C11, C22 und C25 beträgt 2.7(3)°. Abwinkelungen der Substituenten aus der Ebene des HMB-Ringsystems als Konsequenz aus der Überlappung von p- und p*-Orbitalen mit den Metallorbitalen werden hier nicht beobachtet. Des weiteren steht die Bindung C17-C18 fast senkrecht zu der Ebene des Aromaten (Torsionswinkel C11-C16-C17C18: -93.8(6)°) und die Carboxylatgruppe nimmt so den größtmöglichen Abstand zu dem Sechsring ein. O111 C28 C19 O112 C110 C17 C29 C11 C18 Ru1 C23 C24 C15 C14 C210 C211 Abbildung 8.2: Röntgenstruktur des Kations von 36 8 N-terminale Markierung von Peptiden 103 Bindungslängen [Å] Ru1-C11 2.213(4) Ru1-C21 2.242(4) Ru1-C12 2.219(4) Ru1-C22 2.233(4) Ru1-C13 2.222(4) Ru1-C23 2.246(4) Ru1-C14 2.205(4) Ru1-C24 2.234(4) Ru1-C15 2.208(4) Ru1-C25 2.235(3) Ru1-C16 2.243(4) Ru1-C26 2.251(3) Ru1-PBScentroid 1.723(5) Ru1-HMBcentroid 1.735(4) RMS-Abweichung der Ebenen von der Planarität [Å] Ebene 1 C12-C12-C13-C14-C15-C16 0.003(2) Ebene 2 C21-C22-C23-C24-C25-C26 0.007(3) Tabelle 8.1: Ausgewählte geometrische Daten von 36 Zur Stabilisierung der Kristallstruktur tragen starke Wasserstoffbrücken zwischen dem Methanolsauerstoff und dem Proton der Carboxylatfunktion bei, der Abstand O51.....H111-O111 beträgt 2.607(4) Å und der eingeschlossene Winkel 171.2(3)°. Weiterhin besitzt das Proton H51 des Alkohols eine schwächere Wechselwirkung mit einem symmetrieverwandten Triflation, hier beträgt der Abstand zwischen den Sauerstoffen O51 und O42a 2.741(4) Å. O111 O51 H51 Ru1 H111 O42a Abbildung 8.3: Ausschnitt aus der Kristallstruktur von 36 8 N-terminale Markierung von Peptiden 104 8.2 Allgemeines zur Peptidsynthese Die Bildung einer Peptidbindung wird formal als Acylierung eines Amins mit einer Carbonsäure beschrieben. Dabei erfolgt ein nukleophiler Angriff des Aminstickstoffs auf den Carboxylatkohlenstoff unter Austritt von Wasser. In der Synthese von Peptiden muss dieser Reaktionsschritt unter milden Bedingungen erfolgen, um einen geringen Epimerisierungsgrad und hohe Ausbeuten zu garantieren. Hier kommen die sogenannten Kopplungsreagenzien zum Einsatz, die das elektrophile Potential der Carboxylatfunktion erhöhen. Die am häufigsten eingesetzten Reagenzien sind Carbodiimide (zum Beispiel DCC), Phosphoniumsalze (Castro Reagenz) und Uroniumsalze (HBTU, TBTU). Weitere Möglichkeiten zur Aktivierung von Carbonsäuren ist die Überführung in die Säurechloride oder -azide, die in der organischen Chemie von Bedeutung aber für die Peptidsynthese nicht geeignet ist. Auch die Aktivierung der Aminogruppe beispielsweise durch Tetraethyldiphosphit spielt nur eine untergeordnete Rolle in der chemischem Peptidsynthese. N PF6- O P N N + N N O N N N N Castros Reagenz (BOP) + N N PF6- HBTU Abbildung 8.4: Struktur einiger Kopplungsreagenzien Die ersten Versuche zur Kopplung der Verbindungen 35 und 36 mit einfachen Aminosäuren wie HAlaOMe unter Verwendung von HBTU als Kopplungsreagenz waren nicht erfolgreich. Zwar konnte das Kopplungsprodukt massenspektroskopisch nachgewiesen werden, eine Isolierung und Charakterisierung der Reaktionsprodukte gelang jedoch nicht. Im folgenden wurden die Peptidsynthesen nach der klassischen Diimidmethode durchgeführt, dessen Reaktionsmechanismus in Abbildung 8.5 dargestellt ist [180]. 8 N-terminale Markierung von Peptiden O N C R1 OH + 105 R2 R2 O R3 C C R1 N R2 NH O O NH2 R4 NH C R1 N NH R4 + R3 O NH R3 DCC (Dicyclohexylcarbodiimid) R2 = R3 = C6H11 R2 = (CH 2)2N(CH3)2 , R3 = C2H5 EDC (N-(3-Dimethylaminopropyl)-N´-ethyl-carbodiimid) Abbildung 8.5: Schema der Peptidkopplung nach der Carbodiimidmethode Das aus Carbonsäure und Kopplungsreagenz gebildete Addukt, ein O-Acylharnstoff, dient als reaktives Acylierungsmittel, da der Harnstoff eine sehr gute Abgangsgruppe darstellt. Nach der Zugabe der Aminosäure und Base zur Deprotonierung des Aminstickstoffs entsteht die Peptidbindung unter Austritt des Harnstoffs. Eine häufige Nebenreaktion ist die Bildung eines N-Acylharnstoffderivats durch intramolekulare Wanderung des Acylrestes [181] . Dieses Problem wird umgangen, indem man die reaktive Zwischenstufe mit einem geeigneten Nukleophil zur Reaktion bringt. Bewährt hat sich die Umwandlung in Ester, die aufgrund ihres Elektronendefizits leicht aminolysiert werden können. Die Elektronenarmut wird durch mesomere (nitro- oder fluorsubstituierte Phenole) oder induktive (N-Hydroxysuccinimid oder N-Hydroxybezotriazol) Effekte erreicht. Zwischen den beiden Ausgangsverbindungen besteht ein erheblicher Unterschied in der Reaktivität. Obwohl der Carbonylkohlenstoff von 35 nach den Erkenntnissen vorangegangener Kapitel deutlich elektropositiver sein sollte, findet der Angriff des Nucleophils augenscheinlich nicht statt. In den Massenspektren der Reaktionsprodukte einer Umsetzung von 35 mit N-Hydroxysuccinimid und DCC ist das Kopplungsprodukt nicht nachzuweisen, wohingegen in der analogen Reaktion mit 36 der Basispeak des Spektrums immer der Succinimidylester ist. Auch die direkte Umsetzung von 35 mit Aminosäuren liefert das erwartete Kopplungsprodukt nur in sehr geringen Ausbeuten. In der Literatur sind sehr ähnliche Verbindungen [(η5-Cp*)Ir(η6-MeOC6H4(CH2)nCOONs][BF4]2 (n = 1 - 3) beschrieben worden, wobei die Verbindung mit n = 1 sehr schnell über ein intermediäres Benzylradikal zerfällt [122] . Dieser Zerfallsprozess muss auch für 35 angenommen werden, so dass die weiteren Untersuchungen sich nur mit der Verbindung 36 beschäftigen. 8 N-terminale Markierung von Peptiden 106 8.3 N-terminale Markierung von Aminosäuren Die Kopplung von 36 und der einfachen Aminosäure HAlaOMe.HCl erfolgt mit EDC in Dichlormethan unter Zugabe von Triethylamin als Base. Nach Beendigung der Reaktion verbleiben die Kopplungsprodukte normalerweise in Lösung, während der Harnstoff ausfällt. Der Metallkomplex ist aber in Dichlormethan so schlecht löslich, dass der Niederschlag auch das Produkt enthält. Die übliche Aufreinigung durch Extrahieren der Reaktionslösung mit Wasser, 1M Zitronensäure und 1M Natriumcarbonatlösung scheidet also aus. O [(η6-C6Me6)Ru]2+ NH OMe O OMe-Peptid Me-Peptid OMe-aa α-Peptid Me-aa ppm 6.0 5.0 4.0 3.0 0.37 2.70 18.15 0.16 0.39 2.74 0.87 5.00 α-aa 2.0 1.0 Abbildung 8.6: Protonenspektrum der Umsetzung von 36 mit HAlaOMe (CD3OD) Die erfolgreiche Markierung kann sowohl über ein FAB-Massenspektrum als auch das Protonenspektrum des Produktgemisches (Abbildung 8.6) belegt werden. Neben den Signalen der freien Aminosäure bei 4.00, 3.74 und 1.45 ppm sind Signalsätze zu beobachten, die eindeutig dem Peptidkomplex zugeordnet werden können. Bei etwas tieferem Feld erscheint das α-Proton, während die beiden Methylgruppen einen Hochfeldshift erfahren. Anhand des Integralverhältnisses der betrachteten Protonen wird ersichtlich, dass das Hauptprodukt der Reaktion mit fast 90% durch das Kopplungsprodukt repräsentiert wird. Der Versuch, das Gemisch durch fraktionierte Kristallisation oder Gelpermeation zu trennen scheiterte jedoch. Um die Löslichkeit des Metallkomplexes in wässriger Lösung zu erniedrigen, ist die Peptidsynthese mit HPheOMe·HCl und HTrpOMe·HCl wiederholt worden. Durch den 8 N-terminale Markierung von Peptiden 107 hydrophoben aromatischen Rest sollte die Löslichkeit in Wasser gegenüber dem bei der Reaktion entstehendem Harnstoff soweit erniedrigt werden, dass eine Aufarbeitung nach den Standardmethoden möglich ist. Dennoch gelingt auch hier die Isolierung der Peptidkomplexe nicht. Daher wurde das Produktgemisch der jeweiligen Umsetzung semi-präparativ unter HPLC-Bedingungen getrennt. Die gute Löslichkeit aller Komponenten des Gemischs in Wasser und Methanol begünstigt die reversed-phase-HPLC als Methode der Wahl. Aber selbst bei sehr hohen Modifierkonzentrationen konnte mit den zur Verfügung stehenden Säulenmaterialien (RP8 und RP18) keine befriedigende Trennleistung erzielt werden, da keine ausreichende Wechselwirkung zwischen der stationären hydrophoben Phase und den solvatisierten hydrophilen Probemolekülen auftreten kann. Zur Lösung dieses Problems wurde schließlich die reversed-phase-Ionenpaarchromatographie eingesetzt, die sowohl bei ungeladenen als auch geladenen Stoffen eine sehr gute Trennleistung besitzt. Als Ionenpaarreagenz wurde Pentafluorpropionsäure (PFP) eingesetzt, da es leicht flüchtig ist, eine ausreichende UV-Transparenz bietet und die Konditionierung der Trennsäule in kurzer Zeit erfolgt. Die Optimierung der Trennung erfolgte zuerst auf einer analytischen Säule (Nucleosil 100-C18) durch Variation der Modifierkonzentration im isokratischen Betrieb. Dieser Eluent wird dann auch für die semi-präparative Trennung auf einer identischen stationären Phase eingesetzt. [mV] 100 36 50 HTrpOMe 37 0 0 10 20 t [min] Abbildung 8.7: Chromatogramm des Reaktionsgemisches von 36 und HTrpOMe (Nucleosil 100-C18, 45% MeOH / 55 %H2O / 0.1% PFP, 25°C) Das Chromatogramm der Trennung des Tryptophankomplexes 37 ist in Abbildung 8.7 gezeigt. Die Trennung erfolgt bei einer Methanolkonzentration von 45 % innerhalb von 20 Minuten. Neben dem Produkt sind in dem Reaktionsgemisch noch Tryptophanmethylester 8 N-terminale Markierung von Peptiden 108 und Ausgangsverbindung 36 enthalten, eine Spaltung des Produkts findet in dem stark sauren Eluenten nicht statt. Der Harnstoff ist UV-Inaktiv und wird daher im Chromatogramm nicht detektiert. Nach der semi-präparativen Trennung und Aufarbeitung der Produktfraktion verbleibt ein farbloser Feststoff, dessen FAB-Massenspektrum die Bildung der Peptidbindung bestätigt. Der Basispeak entspricht der Abspaltung eines Triflatgegenions [M-OTf]+ bei m/z = 627.3. Weitere Fragmentierungsreaktionen finden am C-Terminus der markierten Aminosäure statt, so sind der Verlust der Methylesterfunktion und der Indolseitenkette eindeutig zuzuordnen. γ β O α NH α’ O OMe HMB OMe β’ NH [(η6-C6Me6)Ru]2+ trp pbs γ α α’ ppm 7.0 6.0 5.0 β’ 4.0 3.0 β 2.0 Abbildung 8.8: Struktur und Protonenspektrum von 37 (CD3OD) Für die chemischen Verschiebungen der Protonen werden durch Ausbildung der Peptidbindung die gleichen Trends beobachtet wie in der Umsetzung mit Alaninmethylester. Der α’-Wasserstoff erfährt im Vergleich zum freien Tryptophan einen Tieffeldshift von 4.37 auf 4.73 ppm durch den elektronenziehenden Effekt der Acylierung, während die β’-Wasserstoffe und das Signal der Methylesterfunktion zu hohem Feld verschoben werden. Für die aromatischen Systeme ergeben sich kaum Veränderungen für die Signallage, lediglich das Multiplett der Ausgangsverbindung 36 zeigt jetzt eine Aufspaltung, da die freie Drehbarkeit um die Bindungsachse zum Ruthenium durch den hohen sterischen Anspruch 8 N-terminale Markierung von Peptiden 109 der Seitenkette weiter eingeschränkt wird. Ähnliche Auswirkungen werden auch im Kohlenstoffspektrum beobachtet und sollen hier nicht weiter diskutiert werden. Die Trennleistung für das Reaktionsgemisch aus der Umsetzung mit HPheOMe.HCl ist bei der Verwendung des gleichen Eluenten wie bei 37 zwar ausreichend gut, doch zeigen die Peaks der Aminosäure und des Produktes 38 ein ausgeprägtes Tailing. Zur Verkürzung der Retentionszeit wird die Methanolkonzentration auf 50 % erhöht, was auch dazu führt, dass die Peakform wieder annähernd symmetrisch wird. Nach 5.0 Minuten wird unter diesen Bedingungen nicht umgesetztes Phenylalanin eluiert und das Produkt verweilt 13.1 Minuten auf der Säule. Die Ausbeute der semi-präparativen Trennung liegt für Verbindung 38 mit 47% deutlich niedriger als bei 37 (67 %), was vermutlich auf Fehler bei der Aufarbeitung zurückzuführen ist. γ β O α OMe HMB NH OMe α’ β’ O [(η6-C6Me6)Ru]2 pbs phe α’ ppm 7.0 6.0 5.0 β’ 4.0 γ α 3.0 β 2.0 Abbildung 8.9: Struktur und Protonenspektrum von 38 (CD3OD) Auch für 39 wird unter FAB-Bedingungen die Spaltung des Komplexes vom C-Terminus aus beobachtet und kann damit bereits als Beleg für den Strukturvorschlag gelten. Ein Vergleich der NMR-spektroskopischen Daten der beiden Verbindungen ergibt keine gravierenden Unterschiede und ist in Tabelle 8.2 dargelegt. 8 N-terminale Markierung von Peptiden α’-CH Verbindung 37 [ppm] Verbindung 38 [ppm] β’-CH2 110 α-CH β-CH2 γ-CH2 OMe HMB 2.35 1.91 2.44 3.77 2.52 2.33 1.94 2.54 3.76 2.57 3.22 4.73 3.37 3.00, 4.68 3.22 Tabelle 8.2: Ausgewählte Protonenresonanzen von 37 und 38 8.4 N-terminale Markierung von HGlyGlyOEt Abschließend soll noch die Synthese eines N-terminal markierten Peptids vorgestellt werden. Die Präparation erfolgt wie bei den Aminosäuren durch eine Peptidsynthese mit EDC als Kopplungsreagenz. Das Produkt dieser Umsetzung ist in Dichlormethan mässig löslich, so dass ein Grossteil des Harnstoffes durch Filtration abgetrennt werden kann, was bei den vorigen Komplexen nicht möglich war. Analytisch rein kann man die Verbindung 39 aber auch nur durch chromatographische Trennung erhalten. Da das Dipeptid wesentlich polarer ist als die zuvor betrachteten Aminosäuren, kann die Konzentration des Modifiers Methanol auf 15 % gesenkt werden kann. Die Retentionszeit der Ausgangsverbindung 36 verlängert sich dadurch geringfügig auf 4.3 Minuten, der Peptidkomplex wird nach 20.1 Minuten detektiert. Die Ausbeute ist etwas höher als bei den Komplexen 37 und 38, was auf die verlängerte Reaktionsführung zurückzuführen ist. γ β O α α’’ NH α’ O 6 [(η -C6Me6)Ru] O NH O 2+ Abbildung 8.10: Struktur des Kations von 39 Die Methylengruppen des Dipeptids erzeugen im Protonenspektrum zwei Singuletts, von denen das Signal bei 4.01 ppm dem C-terminalen Glycin (unkoordiniertes HGlyGlyOEt: 4.02 ppm) und das bei 3.98 dem N-Terminus (unkoordiniertes HGlyGlyOEt: 3.84 ppm) 8 N-terminale Markierung von Peptiden 111 zugeordnet wird. Über die Crosspeaks im HMQC-Spektrum können dann auch die zugehörigen Kohlenstoffresonanzen (C-Terminus: 42.3, N-Terminus: 43.3) zweifelsfrei eingeordnet werden. Bei den verbleibenden Resonanzen sind die Abweichungen im Vergleich zu den in diesem Kapitel besprochenen Verbindungen mit maximal 0.1 ppm sehr gering und bedürfen damit keiner besonderen Erwähnung. HMB OEt α’ α’’ OEt PBS γ α β ppm 7.0 6.0 5.0 4.0 3.0 2.0 Abbildung 8.11: 1H-NMR-Spektrum von [(η6-HMB)Ru(η6-C6H5(CH2)3CO-GlyGlyOEt)][OTf] 2 39 (CD3OD) Im Vergleich zu den im Abschnitt 8.3 erwähnten Iridiumsuccinimidylestern zeigen die hier vorgestellten Verbindungen eine bemerkenswerte Stabilität. Obwohl die Aufarbeitung der Reaktionsgemische nicht unter Inertgasatmosphäre und das Einengen der Produktfraktion bei 60°C unter extrem sauren Bedingungen erfolgten, sind keinerlei Zerfallsprodukte nachzuweisen. Auch die Selektivität bei der Peptidkopplung ist wesentlich besser als bei den dikationischen Iridiumsandwichkomplexen, bei denen die Autoren für die Umsetzung mit Aminen oder Aminoestern verschiedene Nebenprodukte beobachten und keine Kopplungsprodukte isolieren und charakterisieren konnten. Als nachteilig für die Aufarbeitung hat sich gute Löslichkeit der Komplexe in Wasser erwiesen. Doch für die Kopplung an längere Oligopeptide ist zu erwarten, dass sich der Harnstoff aus der Reaktionslösung durch Extraktion entfernen lässt, da die Löslichkeit der Biokonjugate mit zunehmender Anzahl an Peptidbindungen in Wasser abnimmt und so die aufwendige Isolierung der Biokonjugate entfällt. 9 Zusammenfassung 112 9 Zusammenfassung Im Rahmen dieser Arbeit gelang ausgehend von den 2,5-Dihydroderivaten der aromatischen Carbonsäuren Phenylessigsäure (PEH) und 4-Phenylbuttersäure (PBS) die Synthese der funktionalisierten Halbsandwichkomplexe [(η6-PEE)RuCl(µ-Cl)]2 4, [(η6-PEH)RuCl(µCl)]2 5 und [(η6-PBS)RuCl(µ-Cl)]2 7. Wenn die Dehydrogenierung mit Rutheniumtrichlorid in niederen Alkoholen durchgeführt wird, findet eine quantitative Veresterung der Säurefunktion statt (4), die durch eine alkalische Verseifung wieder rückgängig gemacht werden kann. Statt des zusätzlichen Reaktionsschrittes kann die Umsetzung auch in einem Gemisch aus Aceton/Wasser mit leicht verminderter Ausbeute erfolgen (Abbildung 9.1). COOH EtOH Reflux EtOOC Ru Cl Cl Ru COOEt Cl Cl 4 (98 %) III Ru Cl3 (CH2)n Cl Aceton/H2O (CH2)n COOH Reflux Ru Cl HOOC COOH Cl Ru Cl (CH2)n n = 1: 5 (86 %) n = 3: 7 (88 %) Abbildung 9.1: Synthese der funktionalisierten Rutheniumdimere 4, 5 und 7 Ein weiterer funktionalisierter Halbsandwichkomplex [(η6-PPR)RuCl(µ-Cl)]2 6 wurde nach der gleichen Synthesestrategie unter Verwendung von 2,5-Dihydro-3-phenylpropanol in Ethanol dargestellt. Für diese zeitgleich von Kurosawa et. al. [63-65] veröffentlichte Verbindung ergeben sich im Vergleich zu den carboxylathaltigen Rutheniumdimeren erhebliche Unterschiede in der Reaktivität und Stabilität. Sind alle Verbindungen im festen Zustand auch 9 Zusammenfassung 113 in Gegenwart von Luftsauerstoff stabil, erfolgt Zersetzung für 6 in Lösung unter Abspaltung des Aromaten. Offensichtlich führt die durch Röntgenstrukturanalysen nachgewiesene Koordination der Seitenkette unter Bildung eines „tethered“-Komplex zu einer Destabilisierung der Ruthenium-Kohlenstoff-Bindungen besonders im basischen Milieu. Die Verbindungen 4, 5 und 7 hingegen sind auch unter diesen Bedingungen äußerst stabil. Die dimere Struktur im festen Zustand konnte durch FAB-Massenspektren belegt werden, beim Lösen in koordinierenden Solventien (MeCN, DMSO) erfolgt die Spaltung der Chloridbrücken unter Bildung von Komplexen des Typs [(η6-Aromat)RuIICl2(solv)]. Um das Reaktionsvermögen der chloroverbrückten Dimere zu untersuchen, sind durch Umsetzung mit den bidentaten Polypyridylliganden Dipyrido[2,3-a:2´,3´-c]phenanzin (dppz) und 1,10-Phenanthrolin (phen) die Verbindungen [(η6-Aromat)RuIICl(N∩N)][Cl] 8 - 15 dargestellt und charakterisiert worden. Die Komplexe 5 und 7 mit den ungeschützten Carbonsäuren sind reaktiver als die weniger polaren Halbsandwichverbindungen 4 und 6, wobei für 6 immer geringere Ausbeuten erhalten werden. Die Verbindungen mit Phenylessigsäure als Coligand zeigen einen schnellen H/D-Austausch für die Benzylprotonen in protischen Lösungsmitteln, der durch das Zusammenwirken der aktivierenden Metallkoordination und der Acidität des α-Wasserstoffs begründet wird. Die pseudotetraedrische Geometrie dieser Verbindungen konnte durch eine Röntgenstrukturanalyse von [(η6-C6H5CH2COOC2H5)RuCl(phen)][OTf] 8a belegt werden. C110 C111 O18 C11 C13 O19 Ru C14 C17 Cl C22 N21 N210 C29 C24 C27 C25 C26 Abbildung 9.2: Struktur des Kations von 8a 9 Zusammenfassung 114 Insbesondere für die Verbindungen [(η6-C6H5(CH2)nCOOH)RuCl(phen)][Cl] 9 (n = 1) und 12 (n = 3) mit ungeschützter Säurefunktion stellte sich die Frage, ob die Seitenkette zu einer Chelatisierung fähig ist, die analog zu der Phenylpropanolverbindung zu einem „tethered“-Komplex führt. Die potentiometrischen und 1 H-NMR-spektroskopischen Messungen zeigen, das die Seitenkette mit n = 1 diesen Koordinationsmodus in nur geringer Konzentration bilden kann, wohingegen durch die Verlängerung um zwei Methyleneinheiten die Chelatkoordination M’ im schwach sauren pH-Bereich mit über 50 % die Hauptspezies in wässriger Lösung darstellt (Abbildung 9.3). Entgegen den Beobachtungen für die analogen (η6-PPR)Ru-Komplexe findet dabei keine Zersetzung statt. M' N M (CH2)3 Ru N C N O (CH2)3 Ru OH2 O COO- N Abbildung 9.3: Hauptspezies von 12 in wässriger Lösung bei pH 5 Die chloroverbrückten Dimere 4 – 7 eignen sich nach Abstraktion der Chloride durch Umsetzung mit Silbertriflat als reaktive Überträger von Halbsandwicheinheiten zur η6-Markierung der aromatischen Seitenkette in den proteinogenen Aminosäuren Phenylalanin, Tyrosin und Tryptophan. Als besonders reaktiv haben sich dabei die Trissolvenskomplexe [(η6-Aromat)Ru(Aceton)3][OTf]2 erwiesen, die mit den beidseitig geschützten Aminosäuren in CH2Cl2 zu den entsprechenden Vollsandwichkomplexen umgesetzt werden können, wobei die freie Carbonsäure des Coliganden in 5 und 7 nicht stört. Die Freigabe der funktionellen Gruppen des Bioliganden erfordert jedoch das Arbeiten in einem Medium, welches die Protonierung der ungeschützten Amin- oder Carboxylatgruppe gewährleistet, hier hat sich der Einsatz von TFA bewährt. Auf die chemischen und spektroskopischen Eigenschaften der η6-Aminosäurekomplexe hat die carboxylathaltige Seitenkette des Coliganden im Vergleich zu den entsprechenden Cymolderivaten keinen grossen Einfluss. Alle auf diesem Wege dargestellten Verbindungen sind im festen Zustand und in Lösung unempfindlich gegenüber Luftsauerstoff. Die Komplexe mit einer freien Aminogruppe sind in protischen Lösungsmitteln nicht 9 Zusammenfassung 115 langzeitstabil und zerfallen unter Freisetzung der Aminosäure. Dagegen sind die Vollsandwichkomplexe mit der alkoholischen Seitenkette stark hygroskopisch und zersetzten sich auch in aprotischen Solventien unter Abspaltung der π-gebundenen Aminosäure. [(η6-PEE)Ru(Aceton)3]2+ HTyrOH AcTyrOEt CH2Cl2 3h Reflux TFA 8h 50°C 3+ CH2 COOEt Ru HO 2+ CH2 Ru COOH CH2 C COOEt HO H COOEt CH2 NH3 C H NHAc 20 (78 %) 17 (74 %) Abbildung 9.5: Synthese der Verbindungen 17 und 20 Die Ethylesterderivate des Tyrosins und die Komplexe mit Phenylessigsäureethylester als Coligand reagieren in d4-Methanol zu ihrem jeweiligen Methylesterderivat, was sich in den NMR-Spektren durch die Freisetzung von Ethanol bemerkbar macht. Darüberhinaus wird in den Tyrosinkomplexen die für η6-koordinierte Phenole charakteristische Aciditätssteigerung des Hydroxyprotons beobachtet, die zu einer angehenden η5-Cyclohexadienylkoordination führt. Die η6-Markierung des asymmetrisch substituierten Aromaten in Tryptophanderivaten führt zur Bildung von planaren Diastereomeren, die stets in einem 1:1 Verhältnis entstehen. R' Ru R' R N β-Isomer Ru R N H H α-Isomer Abbildung 9.6: Faciale Diastereomere bei der η6-Markierung von Tryptophan 9 Zusammenfassung 116 Bedingt duch die partielle Chelatkoordination der Seitenkette im [(η6-PBS)RuII(aq)]Fragment konnte für die η6-Markierung von AcTrpOH in einem 1:1-Ansatz in wässriger Lösung bei pH 5 eine deutliche Umsatzsteigerung im Vergleich zu dem nicht [(η6-Cymol)RuII(aq)]-Marker funktionalisierten durch 1 H-NMR-spektroskopische Untersuchungen gezeigt werden (Abbildung 9.7). 0.5 [(η6-PBS)Ru(η6-AcTrpOH)] 2+ [(η6-Cymol)Ru(η6-AcTrpOH)] 2+ Ru H2 O 0.4 C O OH O (CH2)3 Ru % Spezies AcTrpO- COO- CH2 0.3 0.2 COOC H 0.1 NHAc 0.0 N 1 H Zeit [h] 10 100 Abbildung 9.7: η6-Markierung von AcTrpOH in wässriger Lösung mit [(η6-PBS)Ru(aq)] und [(η6-Cymol)Ru(aq)] bei pH 5 Eine quantitative η6-Markierung von ActrpOH in schwach saurer wässriger Lösung kann unter Verwendung des Phenylbuttersäurekomplexes schon bei einem dreifachen Überschuss erreicht werden, mit den biskationischen Markern [(η6-Aromat)Ru(aq)]2+ (Aromat = Cymol, PEH) sind die Markierungsraten bei einer 3:1-Umsetzung mit weniger als 50 % wesentlich geringer. Die Konkurrenz bei der η6-Markierung mit (η6-Aromat)RuII-Fragmenten unterschiedlicher aromatischer Seitenketten in linearen Dipeptiden wurde im Rahmen dieser Arbeit systematisch untersucht. Dabei stellte sich heraus, dass in der 1:1-Umsetzung mit verschiedenen Rutheniumhalbsandwichfragmenten das kinetisch begünstigte Indolsystem unhabhängig von der Position innerhalb des Peptids und des konkurrierenden Aromaten chemoselektiv markiert wird (Abbildung 9.8). 9 Zusammenfassung 117 3+ COOH O EtOOC Ru CH2 CH C NH CH CH2 NH3 N H Abbildung 9.8: Chemoselektive Markierung am Beispiel von [(η6-PEE)Ru(η6Ind-H2TrpPheOH)] 3+ 31 (β-Isomer) Anhand von Vorversuchen stellte sich heraus, dass die Konkurrenz zwischen der Tyrosylund Phenylalanylseitenkette deutlicher ausgeprägt ist und ein Markierungsverhältnis von 2Tyr:1Phe erwartet werden kann. Im Gegensatz dazu wird im linearen Peptid HPheTyrOH mit den Organometallmarkern Cp*Ir III und (η6-Aromat)RuII (Aromat = Cymol, PEE) nur der C-terminale Tyrosylrest chemoselektiv markiert. Diese Bevorzugung des C-Terminus wurde mit einer labilen Koordination des Trissolvenskomplexes an die Carboxylatgruppe des Peptids erklärt, die aufgrund der räumlichen Nähe zum Tyrosinring dessen bevorzugte Markierung ermöglicht. OH R + Ru L R' C R O -L NH CH CH2 L OH +L OH R' L L C Ru L O NH CH CH2 R' = CH2COOC2H5 + 2L R = C6H5CH3CH(NH2)CO OH - 2L R O OH Ru R' OH C CH CH2 R' NH OH C O R Ru NH CH CH2 Abbildung 9.10: Reaktionsmechanismus zur Erklärung der bevorzugten C-terminalen η6-Markierung der Dipeptide HPheTyrOH und HTyrPheOH OH 9 Zusammenfassung 118 Die Bestätigung für den postulierten Mechanismus ergibt sich aus den analogen Untersuchungen mit dem Peptid HTyrPheOH, in denen stets der eigentlich thermodynamisch benachteiligte C-terminale Phenylrest bevorzugt markiert wird. Für die N-terminale Markierung von Aminosäuren und Peptiden in einer Peptidsynthese musste das Übergangsmetall in den chloroverbrückten Dimere 5 und 7 mit den substitutionslabilen Chloridliganden zuerst durch Umsetzung zum thermodynamisch stabilen Vollsandwichkomplex [(η6-C6H5(CH2)nCOOH)Ru(η6-HMB)][OTf]2 (35: n = 1; 36: n=3) blockiert werden. Für 36 konnte eine Röntgenstrukturanalyse angefertigt werden, die auch als Strukturmodell für die η6-koordinierten Aminosäurekomplexe betrachtet werden kann (Abbildung 9.10). O111 C28 C19 O112 C110 C17 C29 C11 C18 Ru1 C23 C24 C15 C14 C210 C211 Abbildung 9.11: Röntgenstruktur von [(η6-PBS)Ru(η6-HMB)][OTf] 2 36 Die Kopplung der Verbindung 35 an N-Hydroxysuccinimid oder Aminosäuren mit der Carbodiimidmethode gelang nicht, da die aktivierte Zwischenstufe oder das Kopplungsprodukt nach einem nicht geklärten Mechanismus zerfällt. Hingegen ist 36 erfolgreich mit EDC und Triethylamin an die Aminosäuren HTrpOMe und HPheOMe und das Dipeptid HGlyGlyOEt in guten Ausbeuten koordiniert worden, wobei die zugegebene Base oder die freie Aminfunktion im Gegensatz zu den Aminosäurekomplexen nicht zur 9 Zusammenfassung 119 Spaltung der Rutheniumaromatbindung führt. Zur Trennung des Reaktionsgemisches wurde erfolgreich die reversed-phase-Ionenpaarchromatographie eingesetzt. 2+ (CH2)3 COOH HGlyGlyOEt Ru EDC, NEt3 O NH O NH O 6 O 2+ [(η -C6Me6)Ru] Abbildung 9.12: Synthese von [(η6-HMB)Ru(η6-C6H5(CH2)3CO-GlyGlyOEt)][OTf] 2 39 Die auf diesem Wege synthetisierten Peptidkomplexe sind ausserordentlich stabil. Obwohl die Aufarbeitung in stark saurem wässrigem Medium in Gegenwart von Luftsauerstoff erfolgte, ist keinerlei Zersetzung für die Bionkonjugate festzustellen. Die Verbindungen sind allesamt sehr gut löslich in polaren und protischen Lösungsmitteln. Mit den Resonanzen der 18 Methylprotonen des HMB-Liganden und den 5 Phenylprotonen verfügt dieser Marker über zwei charakteristische NMR-Sonden im Protonenspektrum, wobei die Phenylwasserstoffe noch im spektralen Fenster von 4.8 bis 6.8 ppm von Aminosäuren und Peptiden liegen, so dass über diese Signale auch eine Quantifizierung der Peptidkomplexe erfolgen kann. Zusammenfassend kann nur die carboxylathaltige Verbindung [(η6-PBS)RuCl(µ-Cl)]2 7 als erstes Beispiel eines bifunktionellen Markierungsreagenz betrachtet werden. Neben der N-terminalen und η6-Markierung von Aminosäuren und Peptiden sollte das synthetische Potential der Carboxylatfunktion und die Stabilität des π-gebundenen Aromaten diese Verbindung zum Beispiel auch für katalytische Anwendungen interessant machen. Dazu könnte auch die erhöhte Wasserlöslichkeit dieser Verbindungsklasse im Vergleich zu den unpolaren Benzol- oder Cymolkomplexen beitragen. 10 Experimentelle Daten 120 10 Experimentelle Daten 10.1 Analytische Methoden 10.1.1 Elementaranalyse Alle Bestimmungen wurden von Frau Bartholomäus aus der SC-Abteilung der RuhrUniversität Bochum durchgeführt. Die Messungen wurden auf einem Vario EL der Firma Elementar Analysensysteme GmbH durchgeführt. Alle angegebenen Massenprozente sind Mittelwerte einer Doppelbestimmung. Unverbrannte Rückstände werden bei der Auswertung berücksichtigt. 10.1.2 Massenspektroskopie Die Aufnahme der Massenspektren wurde in der SC-Abteilung der Ruhr-Universität Bochum von Frau Bendix durchgeführt. Die FAB-Massenspektren wurden an einem Fisons VGAutospec mit Cäsium-Ionenquelle in einer Matrix aus 3-Nitrobenzylalkohol oder Milchsäure gemessen. Alle Spektren werden auf den intensivsten Peak normiert (100%). Für die Verbindungen 8 – 39 wird als [M]+-Ion wird immer das n-fach geladene Komplexkation mit (n-1)-Gegenionen bezeichnet. Die EI-Massenspektren sind mit einem Varian MHT CH7 aufgenommen worden. 10.1.3 1H- und 13C-NMR Spektroskopie Die Messungen der 1H-, Herrn Barchan, 13 C-, H,H-Cosy-, HMQC- und HMBC-NMR-Spektren wurden von SC-Abteilung der Ruhr-Universität Bochum, auf einem FT-NMR-Spektrometer DRX 400 der Firma Bruker, Karlsruhe, durchgeführt. Die Meßfrequenz der 1H-NMR-Spektren betrug 400.13 MHz, die der 13C-NMR-Spektren 100.62 MHz, alle Kohlenstoffspektren wurden 1H-Breitband entkoppelt. Die Messtemperatur betrug immer 25°C, für die kinetischen Untersuchungen wurde der Probenkopf auf 60°C geheizt. Die deuterierten Lösungsmittel sind von der Firma Deutero GmbH, Karlsruhe bezogen worden. 10 Experimentelle Daten 121 Als Standard diente jeweils das Signal des Lösungsmittels (CD3OD, CD3OH: δ(1H) = 3.35 ppm, δ(13C) = 49.30 ppm; CD3CN: δ(1H) = 1.93 ppm, δ(13C) = 1.30 ppm; CD3NO2: δ(1H) = 4.43 ppm, δ(13C) = 62.80 ppm). Für die Messungen in D2O wird Natrium-3-trimethylsilydeuteropropionat (TSP) als Standard (δ(1H) = 0.00 ppm) verwendet. Zur Auswertung der Spektren diente das Programm 1DWinNMR 6.0 der Firma Bruker. Als Grundlage zur Angabe der chemischen Verschiebung wurde die δ-Skala benutzt, die Angabe von Kopplungskonstanten erfolgte in Hertz [Hz]. Die Beschreibung der Aufspaltungsmuster geschieht mit folgenden Abkürzungen: s Singulett d Dublett dd Dublett von Dublett t Triplett q Quadruplett m Multiplett mm mehrere Multipletts br breites Signal 10.1.4 IR-Spektroskopie Die Aufnahme der Infrarot-Spektren erfolgte an einem FT-IR-Spektrometer PE 1760-X der Firma Perkin Elmer mit der zugehörigen Software Spectrum for Windows 1.5 für Gerätesteuerung und Datenerfassung. Alle Substanzen wurden als KBr-Presslinge im MIR-Bereich zwischen 400 und 4000 cm-1 vermessen. Die Angabe der Bandenlage erfolgt in Wellenzahlen [cm-1], die Beschreibung der Intensitäten durch folgende Abkürzungen: vw sehr schwach w schwach m mittel s stark vs sehr stark 10 Experimentelle Daten 122 10.1.5 Röntgenstrukturanalyse Die Datensammlung erfolgte an einem automatischen Siemens P4 Vierkreisdiffraktometer mit graphitmonochromatisierter MoKα-Strahlung (λ = 0.71073 Å). Zur Bestimmung der Gitterkonstanten wurden 15 Reflexe zentriert und nach der Methode der kleinsten Fehlerquadrate optimiert. Beide Messungen wurden mit variablen Geschwindigkeiten im ωScan durchgeführt, wobei zur Kontrolle der Reflexintensität und der Orientierung des Kristalls periodisch drei Standardreflexe nach 100 Reflexen vermessen wurden. Ein Ψ-Scan zur semi-empirischen Absorptionskorrektur (XEMP) wurde für Verbindung 8 durchgeführt, wobei acht Reflexe in 10°-Schritten vermessen wurden. Die Strukturlösung erfolgt jeweils mit der Patterson-Synthese mit anschliessender Differenz-Fourier-Synthese. Zur Verfeinerung wurde die Funktion Vollmatrixmethode der kleinsten Fehlerquadrate minimiert. ∑ w (F02−FC2)2 nach der Die Positionen der Wasserstoffatome sind geometrisch berechnet und bei der Verfeinerung berücksichtigt worden. Die Gütefaktoren sind definiert als: R1 = ∑ F0 − FC ∑F 0 wR2 = ∑ w(F − FC 2 0 ( ) w F0 ) 2 2 2 2 ( ) w = [σ 2 F0 + (ap ) + bp]−1 2 2 [ ( ) p= 1 2 2 Max F0 ,0 + 2 FC 3 S= ∑ w(F − F ) (N − N ) 2 2 2 0 obs C par ] (die Parameter a und b sind frei zu verfeinern) 10 Experimentelle Daten 123 Die im Anhang angegeben R-Werte, Gewichte, Standardabweichungen und weitere Strukturdaten gelten jeweils nach dem letzten Verfeinerungszyklus. Zur Strukturlösung und Erstellung der Abbildungen wurde die Software ShelXTL 5.101 benutzt [182]. 10.1.6 Chromatographische Trennungen Die analytischen Untersuchungen wurden an einer LaChrom Anlage der Firma Hitachi-Merck durchgeführt. Das System besteht aus einer ternären HPLC-Gradientenpumpe L-7100, einem UV-Detektor L-7400 und einem Säulenthermostaten L-7360. Das 6-Wege-Injektionssystem stammt von der Firma Rheodyne (Modell 7125) und verfügt über eine 20 µl Probenschleife. Der Fluss der mobilen Phase betrug 1 ml/min und die Detektorwellenlänge 220 nm (Lichtweg Detektorzelle: 5mm). Die semi-präparativen Trennungen erfolgten unter Verwendung einer Knauer HPLC-Pumpe 64 mit präparativem Pumpenkopf und einem UV-Detektor Merck L-4000A (Lichtweg Detektorzelle: 2 mm). Das Injektionssystem Knauer A0258 verfügt über eine 2 ml Probenschleife. Auch hier wurde als Detektorwellenlänge 220 nm gewählt, der Fluss beträgt 15 - 25 ml/min. Die rechnergestützte Datenaufnahme mit einem 20 Bit A/D-Wandler der Firma Knauer und der Software Eurochrom 2000 Integration Package 1.5. Die Eluenten werden durch Mischung der entsprechenden Volumenanteile an organischem Modifier mit bidestiliertem Wasser hergestellt. Nach Zugabe von 0.1 vol% des Ionenpaarreagenz PFP chromatographischen werden die Untersuchungen Eluenten wurden im Ultraschallbad isokratisch, also entgast. mit Alle konstanter Modifierkonzentration durchgeführt. Zur Konditionierung der Säulen wird das System nach jedem Eluentenwechsel mit Methanol und dann solange mit dem neuen Eluenten gespült, bis die Grundlinie stabil ist. Die analytische Säule hat einen Innendurchmesser von 4 mm und eine Länge von 250 mm. Als Packungsmaterial diente Nucleosil 100-C18 (endcapped, dp = 5 µm) der Firma Machery & Nagel, das nach Herstellervorschrift mit der Viskositätsmethode gepackt wurde. Die Bodenzahlen der fertigen Säulen sind mit verschiedenen Testgemischen zu 45000 cm-1 ermittelt worden. Das gemittelte Totvolumen wird anhand des Dispersionspeaks mit dem Eluent 66% MeOH / 34% H20 auf 2.26 ml bestimmt. Die semi-präparative Säule ist mit 10 Experimentelle Daten 124 Nucleosil 100-C18 (endcapped, dp = 10 µm) gepackt, die Säule hat eine Länge von 25 cm und einen Innendurchmesser von 20 mm. Die Konzentration an Metallkomplex der chromatographierten Lösungen liegt für die analytischen Untersuchungen bei 1 mmol/l, bei der semi-präparativen Trennung wird 1ml einer 10 mM Lösung injiziert. Die Produktfraktionen der präparativen Trennung werden gesammelt und am Rotationsverdampfer zur Trockne eingeengt. Der Rückstand wird mehrere Stunden im Hochvakuum bei 40°C getrocknet. Anschliessend wird das ölige Produkt zur Entfernung des anhaftenden Ionenpaarreagenz mehrmals aus Methanol mit Diethylether umkristallisiert. 10.1.7 Potentiometrische Titration Die potentiometrische Titration wurde von Frau Gencaslan, Lehrstuhl für Analytische Chemie der Ruhr-Universität Bochum durchgeführt. Die Geräte stammen von der Firma Metrohm, Filderstadt. Dabei handelt es sich im einzelnen um den Dosimaten 665, das pH-Meter 691, einem Pt-Widerstandsthermometer Pt-100 und einer Einstabmesskette Typ 6.0219.100 (double junction). Zur Gerätesteuerung und Datenerfassung wurde das Programm TITER5H verwendet. Die Kalibrierung erfolgt nach der NIST-Norm mit NBS-Puffern der Firma Riedel de Haen (pH = 4.01 und 9.21). Die Untersuchung wurde unter Schutzgasatmosphäre bei einer Temperatur von 25.0 ± 0.1°C und einer Hintergrundionenstärke von 0.1 M KNO3 durchgeführt. Alle verwendeten Lösungen sind mit tridestilliertem carbonatfreiem Wasser angesetzt worden. Die dynamische Titration erfolgte gegen 0.1 M NaOH (Fixanal, Riedel de Haen) in 0.01 ml Volumenschritten mit einer Dosiergeschwindigkeit von 0.1 ml/min. Die Berechnung der Gesamtstabilitätskonstanten erfolgte mit den PC-Programmen BEST7 und Hyperquad und die pH-Verteilung wurde aus den verfeinerten logβ-Werten mit Hilfe von SPE erstellt. 10 Experimentelle Daten 125 10.2 Darstellung und Charakterisierung der Verbindungen 10.2.1 Allgemeines Die Synthese der Verbindungen erfolgte im allgemeinen mit Standard-Schlencktechnik in einer Argonschutzgasatmosphäre mit nach Literaturvorschrift getrockneten Lösungsmitteln. Alle Aminosäuren und Peptide stammen von der Firma Bachem (Heidelberg) und die Lösungsmittel wurden von J. T. Baker bezogen. Alle weiteren Chemikalien wurden bei folgenden Firmen erworben und ohne weitere Aufreinigung eingesetzt: Acros: AgOTf, AgPF6, AgBF4, HBTU, HOBT, KBr, Pentafluorpropionsäure, Phenylessigsäure, Hydrozimtsäure, Phenylbuttersäure, Phenylethylamin, Merck: NaOH, NaH2PO4, Na2HPO4, NaHCO3, α-Phellandren, 1,10-Phenanthrolin, 1,2-Phenylendiamin, MgSO4, Natrium, Lithium, H2SO4, HCl Lancaster: Dicyclohexylcarbodiimid Solvay: Trifluoressigsäure Chempur: RuCl3 Hydrat Fluka: EDC.HCl Die Synthese nachstehender Verbindungen erfolgte nach Literaturvorschrift: [(η6-Cymol)RuCl(µ-Cl)]2 [183] Dipyrido[2,3-a:2´,3´-c]phenanzin (dppz) [184] 10 Experimentelle Daten 10.2.2 126 Ligandensynthese 1 - 3 In einen 1l-Dreihalskolben mit KPG-Rührwerk, Gaseinleitungsrohr, Argonzuleitung und Intensivkühler werden unter Kühlung mit i-Propanol/Trockeneis etwa 400 ml Ammoniak (8.3, getrocknet über NaOH) einkondensiert. Im Argongegenstrom werden 14.8 g frisch geschnittenes Natrium (0.60 mol) in kleinen Portionen zugegeben. Nachdem sich das Metall vollständig gelöst hat, wird zu der dunkelblauen Lösung 0.06 mol phenylhaltige Carbonsäure gegeben (4-Phenylbuttersäure wird als Lösung in 100 ml absolutiertem Diethylether zugetropft). Bei -78°C tropft man 112 ml Ethanol (1.80 mol) über einen Zeitraum von 90 Minuten zu und lässt solange bei dieser Temperatur rühren, bis die blaue Färbung vollständig verschwunden ist. Danach wird das Kältebad entfernt und das NH3 über Nacht abgedampft. Der Rückstand wird in 200 ml Wasser aufgenommen, mit verd. Salzsäure auf pH 2 angesäuert und dreimal mit je 100 ml Diethylether ausgeschüttelt. Die etherische Phase wird mit Wasser chloridfrei gewaschen und mit MgSO4 getrocknet. Nach Destillieren des Lösungsmittels wird das Produkt im Hochvakuum getrocknet und gegebenenfalls aus Diethylether umkristallisiert. 2,5-Dihydrophenylessigsäure Summenformel: C8H10O2 Ausbeute: 7.62 g (92 %) Elementaranalyse: ber.: C 69.6, H 7.3; gef.: C 69.1, H 6.9 1 M = 138.16 g·mol-1 EI-Massenspektrum: m/z = 138 [M]+ (30), 93 [M-COOH]+ (37), 79 [M-C2H4O2]+ (100) 1 H-NMR (CD3Cl): δ = 2.65 (m, 4H, CH2-Cyclohexadien), 2.95 (s, 2H, α-CH2), 5.56 (m, 1H, CHvinyl), 5.62 (m, 2H, CHvinyl), 9.70 (br , 1H, COOH) 13 C-NMR (CD3Cl): δ = 26.8, 29.0 (CH2-Cyclohexadien), 42.8 (α-CH2), 123.6, 123.8, 123.9, 127.8 (CH-Cyclohexadien), 180.0 (COOH) 10 Experimentelle Daten 127 2,5-Dihydro-3-phenyl-propanol Summenformel: C9H14O Ausbeute: 6.13 g (74 %) Elementaranalyse: ber.: C 78.2, H 10.1; gef.: C 79.6, H 9.9 2 M = 138.21 g·mol-1 EI-Massenspektrum: m/z = 138 [M]+ (22), 107 [M-CH3O]+ (24), 91 [M-C2H7O]+ (100) 1 H-NMR (CD3Cl): δ = 1.44 (s, 1H, OH), 1.63 (m, 2H, β-CH2), 1.98 (t, 2H, γ-CH2), 2.57 (mm, 4H, CH2-Cyclohexadien), 3.59 (t, 2H, α-CH2), 5.39 (m, 1H, CHvinyl), 5.64 (m, 2H, CHvinyl) 13 C-NMR (CD3Cl): δ = 26.7, 28.9 (CH2-Cyclohexadien), 30.2, 33.7 (CH2), 62.7 (CH2OH), 118.7, 124.2, 124.2, 134.5 (CH-Cyclohexadien) 2,5-Dihydro-4-phenyl-buttersäure Summenformel: C10H14O2 Ausbeute: 8.57 g (86 %) Elementaranalyse: ber.: C 72.3, H 8.5; gef.: C 71.7, H 8.2 3 M = 166.22 g·mol-1 EI-Massenspektrum: m/z = 166 [M]+ (38), 106 [M-C2H4O2]+ (38), 79 [M-C4H8O2]+ (100) 1 H-NMR (CD3Cl): δ = 1.70 (m, 2H, β-CH2), 1.95 (t, 2H, γ-CH2), 2.28 (t, 2H, α-CH2), 2.56 (m, 4H, CH2-Cyclohexadien), 5.37 (m, 1H, CHvinyl), 5.63 (m, 2H, CHvinyl), 10.90 (br, 1H, COOH) 13 C-NMR (CD3Cl): δ = 22.2 (β-CH2), 26.7, 28.7 (CH2-Cyclohexadien), 34.4 (α-CH2), 36.6 (γ-CH2), 119.4, 124.2, 124.2, 133.7 (CH-Cyclohexadien), 180.1 (COOH) 10 Experimentelle Daten 10.2.3 128 Synthese der Komplexe [(η6-Aromat)RuCl(µ-Cl)]2 4 - 7 [(η6-PEE)RuCl(µ-Cl)]2 4 1 g RuCl3.H2O (Ru-Gehalt: 40.9 %, 4.05 mmol) wird in 60 ml EtOH gelöst und filtriert. Zu der schwarzbraunen Lösung gibt man 1.676 g 2,5-Dihydrophenylessigsäure 1 (12.15 mmol, 3facher Überschuss) und rührt für 25 Minuten unter Rückfluss. Der entstehende rote Feststoff wird filtriert, mit Ethanol gewaschen und getrocknet. M = 672.35 g·mol-1 Summenformel: C20H24O4Cl4Ru2 Ausbeute: 1.340 g (98.5 % bez. auf Ruthenium) Elementaranalyse: ber.: C 35.7, H 3.6, O 9.5; gef.: C 35.3, H 3.5, O 9.7 FAB-MS (NBA): m/z = 636.8 [M-Cl]+ (100), 600.9 [M-2Cl]+ (12), 564.9 [M-3Cl]+ (6) 1 H-NMR (CD3CN): δ = 1.22 (t, 3H, OEt), 3.59 (s, 2H, α-CH2), 4.14 (dd, 2H, OEt), 5.55 (d, 2H, Hortho), 5.69 (t, 1H, Hpara), 5.74 (t, 2H, Hmeta) C-NMR (CD3CN): δ = 14.4 (OEt), 39.3 (α-CH2), 62.1 (OEt), 83.2, 84.6, 86.4, 95.6 (Carom), 13 170.5 (CO) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 702, 756 (m, γ-CH), 1490, 1587 (m, ν-C=C), 1749 (vs, ν-CO) [(η6-PEH)RuCl(µ-Cl)]2 5 1 g RuCl3•H2O (Ru-Gehalt: 40.9 %, 4.05 mmol) wird in 40 ml Aceton und 8 ml H2O gelöst und filtriert. Zu der schwarzen Lösung gibt man 2.235 g 2,5-Dihydrophenylessigsäure 1 (16.20 mmol, 4facher Überschuss) und rührt für 6 h unter Rückfluss. Anschliessend destilliert man das Aceton und belässt die dunkelrote Lösung über Nacht im Kühlschrank. Der ausgefallene rote Feststoff wird filtriert, mit kaltem Wasser und Diethylether gewaschen und 10 Experimentelle Daten 129 getrocknet. Alternativ kann 5 auch durch eine basenkatalysierte Esterspaltung erhalten werden: 1 g 4 wird in 20 ml Wasser unter Erhitzen auf 80°C gelöst und man stellt mit 1 M NaOH auf pH 12 ein. Nach 15 min lässt man abkühlen und säuert mit verd. HCl an. Die Lösung wird filtriert und auf 5 ml eingeengt und der dabei ausfallende Feststoff filtriert. Nach Waschen mit kaltem H2O wird die Verbindung getrocknet (Ausbeute: 0.660 g (59 %)). M = 616.24 g·mol-1 Summenformel: C16H16O4Cl4Ru2 Ausbeute: 1.080 g (86 % bez. auf Ruthenium) Elementaranalyse: ber.: C 31.2, H 2.6, O 10.4; gef.: C 31.0, H 2.6, O 10.7 FAB-MS (NBA): m/z = 579.9 [M-Cl]+ (16), 546.0 [M-2Cl]+ (10), 458.1 [M-2Cl-2CO2]+ (100) 1 H-NMR (CD3CN): δ = 3.59 (s, 2H, α-CH2), 5.54 (d, 2H, Hortho), 5.67 (t, 1H, Hpara), 5.74 (t, 2H, Hmeta) C-NMR (CD3CN): δ = 39.0 (α-CH2), 83.0, 84.5, 86.6, 97.3 (Carom), 175.1 (CO) 13 IR (KBr): ν~ [cm-1] = 708, 756 (m, γ-CH), 1704 (vs, ν-CO) [(η6-PPR)RuCl(µ-Cl)]2 6 1 g RuCl3•H2O (Ru-Gehalt: 40.9 %, 4.05 mmol) wird in 60 ml EtOH gelöst und filtriert. Zu der schwarzbraunen Lösung gibt man 2.24 g 2,5-Dihydrophenylpropanol 2 (16.2 mmol, 4facher Überschuss) und rührt für 6 h unter Rückfluss. Die Lösung wird auf 30 ml eingeengt und der nach dem Abkühlen ausgefallene Feststoff filtriert. Nach Waschen mit kaltem Ethanol und Diethylether wird das orangerote Pulver getrocknet. M = 616.33 g·mol-1 Summenformel: C18H24O2Cl4Ru2 Ausbeute: 1.062 g (85 % bez. auf Ruthenium) Elementaranalyse: ber.: C 35.1, H 3.9, O 5.2; gef.: C 35.7, H 4.0, O 5.6 10 Experimentelle Daten FAB-MS (NBA): 1 130 m/z = 581.0 [M-Cl]+ (100), 545.9 [M-2Cl]+ (44), 510.0 [M-3Cl]+ (16) H-NMR (CD3CN): δ = 1.82 (tt, 2H, β-CH2), 2.60 (t, 2H, γ-CH2), 3.57 (dd, 2H, α-CH2), 5.44 (d, 2H, Hortho), 5.59 (t, 1H, Hpara), 5.68 (t, 2H, Hmeta) C-NMR (CD3CN): δ = 28.7 (β-CH2), 31.0 (γ-CH2), 59.8 (α-CH2), 79.9, 80.9, 84.8, 87.3 13 (Carom) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 708, 749 (m, γ-CH), 1210 (s, ν-CO) [(η6-PBS)RuCl(µ-Cl)]2 7 1 g RuCl3•H2O (Ru-Gehalt: 40.9 %, 4.05 mmol) wird in 40 ml Aceton und 8 ml H2O gelöst und filtriert. Zu der schwarzen Lösung gibt man 2.02 g 2,5-Dihydrophenylbuttersäure (12.15 mmol, 3facher Überschuss) und rührt für 6 h unter Rückfluss. Anschließend destilliert man das Aceton und belässt die dunkelrote Lösung über Nacht im Kühlschrank. Der ausfallende rote Feststoff wird filtriert, mit kaltem Wasser und Diethylether gewaschen und getrocknet. M = 672.35 g·mol-1 Summenformel: C20H24O4Cl4Ru2 Ausbeute: 1.195 g (88 % bez. auf Ruthenium) Elementaranalyse: ber.: C 35.7, H 3.6, O 9.5; gef.: C 35.7, H 3.6, O 9.6 FAB-MS (NBA): m/z = 637.0 [M-Cl]+ (100), 601.9 [M-2Cl]+ (65) 1 H-NMR (CD3CN): δ = 1.90 (tt, 2H, β-CH2), 2.38 (t, 2H, α-CH2), 2.56 (t, 2H, γ-CH2), 5.44 (d, 2H, Hortho), 5.61 (t, 1H, Hpara), 5.68 (t, 2H, Hmeta) C-NMR (CD3CN): δ = 25.4 (β-CH2), 33.3 (α-CH2), 33.6 (γ-CH2), 82.5, 83.1 84.1, 86.6 13 (Carom), 174.5 (CO) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 708, 754 (m, γ-CH), 1711 (vs, ν-C=O) 10 Experimentelle Daten 10.2.4 131 Umsetzungen mit bidentaten Polypyridylliganden (8 - 15) Für die Synthese der Verbindungen 8 - 15 gilt die allgemeine Arbeitsvorschrift: 0.75 mmol [(η6-Aromat)RuCl(µ-Cl)]2 und 1.575 mmol Ligand (5 % Überschuss) werden in 75 ml Ethanol unter Rückfluss gerührt. Nach Beendigung der Reaktion wird das Produkt durch Zugabe von 40 ml Diethylether ausgefällt (bei den Verbindungen 8, 14 und 15 muss die Reaktionslösung zuvor auf 20 ml eingeengt werden). Der Niederschlag wird filtriert, je 2 mal mit kalten Ethanol und Diethylether gewaschen und im Hochvakuum getrocknet. [(η6-PEE)Ru(1,10-phen)Cl][Cl] 8 Reaktionsdauer: 2.5h Summenformel: C22H20N2O2Cl2Ru Ausbeute: 650.7 mg (84%) Elementaranalyse: ber.: C 51.2, H 3.9, N 5.4, O 6.2; gef.: C 50.5, H 4.0, N 5.4 , O 6.9 FAB-MS (NBA): m/z = 481.0 [M]+ (100), 446.0 [M-Cl]+ (14), 316.9 [M-PEE]+ (26), M = 516.39 g·mol-1 281.9 [M-PEE-Cl] (8) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.25 (t, 3H, OEt), 4.13 (q, 2H, OEt), 5.99 (t, 1H, Hpara), 6.31 (d, 2H, Hortho), 6.38 (t, 2H, Hmeta), 8.12 (dd, 2H, Hphen 3,8), 8.22 (s, 2H, Hphen 5,6), 8.86 (dd, 2H, Hphen 4,7), 9.90 (dd, 2H, Hphen 2,9) C-NMR (CD3OD): δ = 14.7 (OEt), 62.9 (OEt), 85.0, 87.8, 89.5, 100.0 (Cphenyl), 127.8 (Cphen 13 3,8), 129.0 (Cphen 5,6), 132.4 (Cq, phen), 140.4 (Cphen, 4,7), 147.6 (Cq, phen), 157.3 (Cphen 2,9), 171.0 (CO) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 710, 758, 785, 824 (m, γ-CH), 1752 (vs, ν-CO) 10 Experimentelle Daten 132 [(η6-PEH)Ru(1,10-phen)Cl][Cl] 9 Reaktionsdauer: 1h Summenformel: C20H16N2O2Cl2Ru Ausbeute: 610.1 mg (83%) Elementaranalyse: ber.: C 49.2, H 3.3, N 5.7, O 6.6; gef.: C 47.6, H 3.2, N 5.4, O 6.7 FAB-MS (NBA): m/z = 452.9 [M]+ (100), 409.0 [M-CO2]+ (54), 373.0 [M-CO2-Cl]+ 1 M = 488.34 g·mol-1 H-NMR (CD3OD): δ = 5.83 (t, 1H, Hpara), 6.04 (d, 2H, Hortho), 6.37 (t, 2H, Hmeta), 8.11 (dd, 2H, Hphen 3,8), 8.22 (s, 2H, Hphen 5,6), 8.85 (dd, 2H, Hphen 4,7), 9.88 (dd, 2H, Hphen 2,9) C-NMR (CD3OD): δ = 81.8, 85.0, 91.3, 107.5 (Cphenyl), 127.8 (Cphen 3,8), 129.0 (Cphen 5,6), 13 132.4 (Cq, phen), 140.3 (Cphen, 4,7), 147.7 (Cq, phen), 157.2 (Cphen 2,9), 179.1 (CO) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 712, 761, 785, 824 (m, γ-CH), 1702 (vs, ν-CO) [(η6-PEE)Ru(dppz)Cl][Cl] 10 Reaktionsdauer: 2h Summenformel: C28H22N4O2Cl2Ru Ausbeute: 620.0 mg (67%) Elementaranalyse: ber.: C 54.4, H 3.6, N 9.1, O 5.2; gef.: C 54.5, H 3.4, N 9.1, O 5.1 FAB-MS (NBA): m/z = 583.0 [M]+ (100), 548.0 [M-Cl]+ (16), 418.9 [M-PEE]+ (18), 384.0 [M-PEE-Cl] (10) M = 618.49 g·mol-1 10 1 Experimentelle Daten 133 H-NMR (CD3OD): δ = 1.30 (t, 3H, OEt), 3.88 (s, 2H, α-CH2), 4.21 (q, 2H, OEt), 6.08 (t, 1H, Hpara), 6.36 (d, 2H, Hortho), 6.46 (t, 2H, Hmeta), 7.98 (dd, 2H, dppz), 8.20 (m, 4H, dppz), 9.60 (dd, 2H, dppz), 9.97 (dd, 2H, dppz) C-NMR (CD3OD): δ = 14.8 (CH3), 39.2 (α-CH2), 63.0 (CH2), 85.0, 87.8, 89.9, 100.7 13 (Cphenyl), 129.0, 131.0 (CHdppz), 131.7 (Cdppz), 133.9, 137.3 (CHdppz), 140.3, 144.0, 150.1 (Cdppz), 158.7 (CHdppz), 171.1 (CO) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1758 (vs, ν-CO) [(η6-PEH)Ru(dppz)Cl][Cl] 11 Reaktionsdauer: 0.3h Summenformel: C26H18N4O2Cl2Ru Ausbeute: 617.4 mg (93%) Elementaranalyse: ber.: C 52.9, H 3.1, N 9.5, O 5.4; gef.: C 52.1, H 3.2, N 9.4, O 5.7 FAB-MS (NBA): m/z = 555.0 [M]+ (100), 520.0 [M-Cl]+ (12), 511.0 [M-CO2]+ (8), 475.0 M = 590.43 g·mol-1 [M-Cl-CO2]+ (14), 419.0 [M-PEH]+ (32) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 3.73 (s, 2H, α-CH2), 6.08 (t, 1H, Hpara), 6.32 (d, 2H, Hortho), 6.42 (t, 2H, Hmeta), 8.16 (dd, 2H, dppz), 8.28 (dd, 2H, dppz), 8.51 (dd, 2H, dppz), 9.90 (dd, 2H, dppz), 9.97 (dd, 2H, dppz) C-NMR (CD3OD): δ = 39.4 (α-CH2), 84.0, 85.4, 90.1, 99.1 (Cphenyl), 128.5, 131.0 (CHdppz), 13 131.7 (Cdppz), 134.0, 137.3 (CHdppz), 140.3, 144.1, 150.3 (Cdppz), 158.5 (CHdppz), 178.6 (CO) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1716 (vs, ν-CO) 10 Experimentelle Daten 134 [(η6-PBS)Ru(phen)Cl][Cl] 12 Reaktionsdauer: 1h Summenformel: C22H20N2O2Cl2Ru Ausbeute: 711.8 mg (92%) Elementaranalyse: ber.: C 51.2, H 3.9, N 5.4, O 6.2; gef.: C 50.4, H 3.8, N 5.2, O 6.4 FAB-MS (NBA): m/z = 481.0 [M]+ (100), 445.0 [M-Cl]+ (31), 401.0 [M-Cl-CO2]+ (26), M = 516.39 g·mol-1 371.0 [M-C3H6O2-Cl] (10), 316.9 [M-PBS]+ (16), 281.0 [M-PBS-Cl]+ (32) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 2.01 (tt, 2H, β-CH2), 2.45 (t, 2H, α-CH2), 2.71 (t, 2H, γ-CH2), 5.91 (t, 1H, Hpara), 6.13 (d, 2H, Hortho), 6.36 (t, 2H, Hmeta), 8.13 (dd, 2H, Hphen 3,8), 8.23 (s, 2H, Hphen 5,6), 8.86 (dd, 2H, Hphen 4,7), 9.88 (dd, 2H, Hphen 2,9) C-NMR (CD3OD): δ = 26.3 (β-CH2), 34.1 (α-CH2), 34.4 (γ-CH2), 83.5, 85.4, 90.5, 99.7 13 (Cphenyl), 127.8 (Cphen 3,8), 129.0 (Cphen 5,6), 132.5 (Cq, phen), 140.3 (Cphen, 4,7), 147.6 (Cq, phen), 157.2 (Cphen, 2,9), 175.8 (CO) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1707 (vs, ν-CO) 10.4.6 [(η6-PBS)Ru(dppz)Cl][Cl] Reaktionsdauer: 0.2h Summenformel: C28H22N4O2Cl2Ru Ausbeute: 815.0 mg (88%) Elementaranalyse: ber.: C 54.4, H 3.6, N 9.1, O 5.2; gef.: C 52.3, H 3.6, N 9.1, O 5.2 FAB-MS (NBA): m/z = 583.0 [M]+ (100), 548.0 [M-Cl]+ (24), 418.9 [M-PBS]+ (32), 384.1 [M-PBS-Cl]+ (10) 13 M = 618.49 g·mol-1 10 1 Experimentelle Daten 135 H-NMR (CD3OD): δ = 2.05 (tt, 2H, β-CH2), 2.48 (t, 2H, α-CH2), 2.77 (t, 2H, γ-CH2), 6.01 (t, 1H, Hpara), 6.19 (d, 2H, Hortho), 6.43 (t, 2H, Hmeta), 8.07 (dd, 2H, dppz), 8.25 (dd, 2H, dppz), 8.35 (dd, 2H, dppz), 9.75 (dd, 2H, dppz), 9.95 (dd, 2H, dppz) C-NMR (CD3OD): δ = 26.2 (β-CH2), 34.1, 34.3 (α-CH2, γ-CH2), 83.9, 85.6, 90.8, 99.0 13 (Cphenyl), 128.9, 131.1 (CHdppz), 131.9 (Cdppz), 133.9, 137.3 (CHdppz), 140.6, 144.3, 150.4 (Cdppz), 158.5 (CHdppz), 184.7 (CO) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1701 (vs, ν-CO) 10.4.7 [(η6-PPR)Ru(phen)Cl][Cl] Reaktionsdauer: 3h Summenformel: C21H20N2OCl2Ru Ausbeute: 468.6 mg (64%) Elementaranalyse: ber.: C 51.6, H 4.1, N 5.7, O 3.3; gef.: C 51.4, H 3.9, N 5.7, O 3.4 FAB-MS (NBA): m/z = 452.8 [M]+ (100), 418.0 [M-Cl]+ (18), 385.0 [M-Cl-CH2O]+ (6), 14 M = 488.38 g·mol-1 316.9 [M-PPR] (37), 281.0 [M-PPR-Cl]+ (17) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.95 (m, 2H, β-CH2), 2.74 (t, 2H, γ-CH2), 3.68 (dd, 2H, α-CH2), 5.90 (t, 1H, Hpara), 6.13 (d, 2H, Hortho), 6.36 (t, 2H, Hmeta), 8.13 (dd, 2H, Hphen 3,8), 8.23 (s, 2H, Hphen 5,6), 8.86 (dd, 2H, Hphen 4,7), 9.89 (dd, 2H, Hphen 2,9) C-NMR (CD3OD): δ = 31.5 (β-CH2), 33.8 (γ-CH2), 62.1 (α-CH2), 83.1, 85.2, 90.7, 109.6 13 (Cphenyl), 127.8 (Cphen 3,8), 129.0 (Cphen 5,6), 132.4 (Cq, phen), 140.3 (Cphen, 4,7), IR (KBr): 147.6 (Cq, phen), 157.2 (Cphen, 2,9), 175.8 (CO) ν~ [cm-1] = 1218 (s, ν-CO) 10 Experimentelle Daten 136 [(η6-PPR)Ru(dppz)Cl][Cl] 15 Reaktionsdauer: 2h Summenformel: C27H22N4OCl2Ru Ausbeute: 495.5 mg (56%) Elementaranalyse: ber.: C 54.9, H 3.8, N 9.5, O 2.7; gef.: C 54.7, H 3.7, N 9.5, O 2.9 FAB-MS (NBA): m/z = 555.0 [M]+ (100), 520.0 [M-Cl]+ (24), 418.9 [M-PPR]+ (41), M = 590.48 g·mol-1 384.0 [M-PPR-Cl]+ (26) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 2.00 (m, 2H, β-CH2), 2.82 (t, 2H, γ-CH2), 3.71 (dd, 2H, α-CH2), 5.99 (t, 1H, Hpara), 6.17 (d, 2H, Hortho), 6.43 (t, 2H, Hmeta), 8.06 (dd, 2H, dppz), 8.24 (dd, 2H, dppz), 8.33 (dd, 2H, dppz), 9.73 (dd, 2H, dppz), 9.96 (dd, 2H, dppz) C-NMR (CD3OD): δ = 31.7 (β-CH2), 33.9 (γ-CH2), 62.2 (α-CH2), 83.3, 85.3, 91.1, 110.2 13 (Cphenyl), 128.9, 131.0 (CHdppz), 131.8 (Cdppz), 133.8, 137.2 (CHdppz), 140.5, 144.2, 150.3 (Cdppz), 158.6 (CHdppz) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1212 (s, ν-CO) 10 Experimentelle Daten 10.2.5 137 Sandwichkomplexe mit Aminosäuren (16 - 28) Für die Synthese der Aminosäurekomplexe in Kapitel 7 werden aus den chloroverbrückten Dimeren 4 - 7 zuerst Trissolvenskomplexe dargestellt. Dazu löst man 0.1 mmol der entsprechenden Ausgangsverbindung und 0.4 mmol AgOTf in 5 ml Aceton und rührt für 20 min. Das dabei entstehende Silberchlorid wird zentrifugiert und die gelbe Lösung dekantiert. Die nachfolgenden Umsetzungen mit den vollgeschützten Aminosäuren können ohne weitere Aufarbeitung in Aceton erfolgen, für die N-Acetylderivate muss mit 10 Äquivalenten Trifluoressigsäure angesäuert werden. Da die Ausbeuten bei der Reaktionsführung in Dichlormethan für die vollgeschützten Aminosäuren beziehungsweise Trifluoressigsäure für die teil- oder ungeschützten Derivate höher sind, wird die Lösung zur Trockne eingeengt und im entsprechenden Lösungsmittel aufgenommen. Vollgeschütze Sandwichkomplexe Der Trissolvenskomplex [(η6-Aromat)Ru((CH3)2CO)3][OTf]2 wird in 10 ml CH2Cl2 gelöst. Nach der Zugabe von 0.2 mmol Aminosäure wird für die bei den einzelnen Verbindungen angegebe Dauer unter Rückfluss gerührt. Am Ende der Reaktion wird die Lösung dekantiert und der zurückbleibende Feststoff in Methanol aufgenommen. Nach der Zugabe von Diethylether fällt das Produkt als farbloses bis gelbes Pulver aus und wird durch Zentrifugation abgetrennt und im Vakuum getrocknet. Teil- und ungeschützte Sandwichkomplexe Hier wird die Vorstufe [(η6-Aromat)Ru((CH3)2CO)3][OTf]2 in 5 ml CF3COOH aufgenommen und mit einer Lösung von 0.2 mmol der Aminosäure in 5 ml CF3COOH vereinigt. Die Reaktionsdauer und –temperatur wird jeweils angegeben. Danach wird die meist farblose Lösung auf 3 ml eingeengt und das Produkt durch Zutropfen von 10 ml Et2O ausgefällt. Zur Aufreinigung wird der Niederschlag mehrmals aus MeOH/Et2O umkristallisiert und abschliessend getrocknet. 10 Experimentelle Daten 138 [(η6-PEH)Ru(η6-AcTyrOEt)][OTf]2 16 Reaktionsdauer: 3h (Rückfluss, CH2Cl2) Summenformel: C23H25NO12F6S2Ru Ausbeute: 135.3 mg (86%) Elementaranalyse: ber.: C 35.1, H 3.2, N 1.8, S 8.2; gef.: C 35.0, H 3.1, N 1.5, S 8.2 FAB-MS (NBA): m/z = 488.0 [M-OTf]+ (92), 444.0 [M-OTf-CO2]+ (100), 415.0 M = 786.65 g·mol-1 [M-OTf-COOC2H5]+ (8), 330.9 [M-OTf-COOC2H5-COCH3]+ (17), 353.0 [M-OTf-PEH]+ (38) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.32 (t, 3H, OEt), 2.02 (s, 3H, Ac), 2.95, 3.15 (dd, 2H, β-CH2), 4.26 (q, 2H, OEt), 4.77 (dd, 1H, α-CH), 5.90 (m, 2H, Tyrmeta), 6.43, 6.51 (m, 2H, Tyrortho), 6.67 (m, 3H, PEH), 6.81 (d, 2H, PEH) C-NMR (CD3OD): δ = 14.7 (OEt), 22.7 (Ac), 36.7 (β-CH2), 54.3 (α-CH), 63.4 (OEt), 81.4, 13 81.5 (Tyr), 93.0, 93.0, 94.9 (PEH), 97.0, 97.2 (Tyr), 103.3 (Tyr), 106.4 (PEH), 158.7 (Tyr), 170.7, 171.5 (COOEt), 173.6 (Ac) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1565 (m, δ-NH), 1620, 1708, 1744 (vs, ν-CO) [(η6-PEE)Ru(η6-AcTyrOEt)][OTf]2 17 Reaktionsdauer: 3h (Rückfluss, CH2Cl2) Summenformel: C25H29NO12F6S2Ru Ausbeute: 119.0 mg (74%) Elementaranalyse: ber.: C 36.9, H 3.6, N 1.7, S 7.8; gef.: C 37.0, H 3.8, N 1.6, S 7.4 FAB-MS (NBA): m/z = 516.1 [M-OTf]+ (100), 444.0 [M-OTf-COOC2H5]+ (7), 353.0 [M-OTf-PEE]+ (12) M = 814.70 g·mol-1 10 1 Experimentelle Daten 139 H-NMR (CD3OD): δ = 1.33 (m, 6H, OEt), 2.02 (s, 3H, Ac), 2.95, 3.15 (dd, 2H, β-CH2), 4.28 (m, 4H, OEt), 4.77 (dd, 1H, α-CH), 5.88 (m, 2H, Tyrmeta), 6.42, 6.50 (m, 2H, Tyrortho), 6.67 (m, 3H, PEE), 6.81 (d, 2H, PEE) C-NMR (CD3OD): δ = 14.7 (OEt), 22.7 (Ac), 36.7 (β-CH2), 54.5 (α-CH), 63.4, 63.5 (OEt), 13 81.4, 81.5 (Tyr), 93.0, 94.9 (PEE), 97.1, 97.2 (Tyr), 103.3 (Tyr), 106.4 (PEE), 158.9 (Tyr), 170.3, 171.5 (COO), 173.7 (Ac) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1565 (m, δ-NH), 1622, 1744 (vs, ν-CO) [(η6-PBS)Ru(η6-AcTyrOEt)][OTf]2 18 Reaktionsdauer: 3h (Rückfluss, CH2Cl2) Summenformel: C25H29NO12F6S2Ru Ausbeute: 148.9 mg (91%) Elementaranalyse: ber.: C 36.9, H 3.6, N 1.7, S 7.8; gef.: C 36.4, H 3.2, N 1.5, S 8.0 FAB-MS (NBA): m/z = 664.4 [M]+ (5), 516.1 [M-OTf]+ (100), 444.0 [M-OTf-CO2C2H5]+ M = 814.70 g·mol-1 (11), 353.0 [M-OTf-PBS]+ (16) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.32 (t, 3H, OEt), 2.02 (s, 3H, Ac), 2.00 (m, 2H, βPBS-CH2), 2.53 (t, 2H, αPBS-CH2), 2.68 (t, 2H, γ-CH2), 2.94, 3.14 (dd, 2H, β-CH2), 4.26 (q, 2H, OEt), 4.77 (dd, 1H, α-CH), 6.00 (m, 2H, Tyrmeta), 6.49, 6.57 (m, 2H, Tyrortho), 6.62 (t, 1H, PBS), 6.67 (t, 2H, PBS), 6.76 (d, 2H, PBS) C-NMR (CD3OD): δ = 14.7 (OEt), 22.7 (Ac), 26.5 (βPBS-CH2), 33.6, 33.8 (αPBS-CH2, 13 γ-CH2), 36.7 (β-CH2), 54.4 (α-CH), 63.5 (OEt), 81.5 (Tyr), 93.0, 93.4, 94.1 (PBS), 96.7, 96.9 (Tyr), 103.6 (Tyr), 114.3 (PBS), 156.8 (Tyr), 171.5 (COOEt), 173.7 (Ac), 175.2 (COOH) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1629, 1708, 1756 (vs, ν-CO) 10 Experimentelle Daten 140 [(η6-PPR)Ru(η6-AcTyrOEt)][OTf]2 19 Reaktionsdauer: 6h (Rückfluss, CH2Cl2) Summenformel: C24H29NO11F6S2Ru Ausbeute: 97.0 mg (62%) Elementaranalyse: ber.: C 36.6, H 3.7, N 1.8, S 8.2; gef.: C 36.4, H 3.5, N 1.8, S 8.0 FAB-MS (NBA): m/z = 488.0 [M-OTf]+ (100), 471.1 [M-OTf-OH]+ (52), 353.0 M = 786.69 g·mol-1 [M-OTf-PPR]+ (95) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.32 (t, 3H, OEt), 1.95 (m, 2H, βPPR-CH2), 2.02 (s, 3H, Ac), 2.72 (t, 2H, γ-CH2), 2.94, 3.15 (dd, 2H, β-CH2), 3.70 (t, 2H, αPPR-CH2), 4.26 (m, 2H, OEt), 4.77 (dd, 1H, α-CH), 6.02 (m, 2H, Tyrmeta), 6.50, 6.58 (m, 2H, Tyrortho), 6.61 (t, 1H, PPR), 6.68 (t, 2H, PPR), 6.78 (d, 2H, PPR) C-NMR (CD3OD): δ = 14.7 (OEt), 22.7 (Ac), 31.4 (βPPR-CH2), 34.2 (γ-CH2), 36.7 (β-CH2), 13 54.4 (α-CH), 61.8 (αPPR-CH2), 63.5 (OEt), 81.5, 81.6 (Tyr), 93.0, 93.4, 94.2 (PPR), 96.6, 96.8 (Tyr), 103.7 (Tyr), 115.2 (PPR), 156.1 (Tyr), 171.5 (COOEt), 173.7 (Ac) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1214 (s, ν-COH), 1631, 1754 (vs, ν-CO) [(η6-PEE)Ru(η6-HTyrOH)][OTf]2 20 Reaktionsdauer: 8h (50°C, CF3COOH) Summenformel: C21H23NO11F6S2Ru . CF3COOH Ausbeute: 128.8 mg (78%) Elementaranalyse: ber.: C 32.2, H 2.8, N 1.6, S 7.5; gef.: C 33.0, H 2.8, N 1.7, S 7.4 M = 858.63 g·mol-1 10 Experimentelle Daten FAB-MS (NBA): 141 m/z = 709.1 [M]+ (6), 559.9 [M-OTf]+ (6), 446.0 [M-TFA-OTf]+ (100), 400.0 [M-OTf-TFA-COOH]+ (17), 373.0 [M-OTf-TFA-COOC2H5]+ (10) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.33 (t, 3H, OEt), 3.21 (mm, 2H, β-CH2), 4.28 (dd, 2H, OEt), 4.43 (t, 1H, α-CH), 5.71 (m, 2H, Tyrmeta), 6.44 (m, 2H, Tyrortho), 6.63 (m, 3H, PEE), 6.78 (d, 2H, PEE) C-NMR (CD3OD): δ = 14.7 (OEt), 35.2 (β-CH2), 54.3, 54.4 (α-CH), 63.3 (OEt), 80.8, 81.0 13 (Tyr), 92.6, 94.6 (PEE), 97.2, 97.9 (Tyr), 99.6 (PEE), 105.6 (Tyr), 162.6 (Tyr), 170.2, 170.4 (COO) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1540, 1605 (m, δ-NH), 1658, 1752 (vs, ν-CO) [(η6-PEH)Ru(η6-AcPheOH][OTf]2 21 Reaktionsdauer: 6h (50°C, CF3COOH) Summenformel: C21H21NO11F6S2Ru Ausbeute: 132.1 mg (89%) Elementaranalyse: ber.: C 34.0, H 2.9, N 1.9, S 8.6; gef.: C 33.8, H 2.6, N 1.6, S 8.4 FAB-MS (NBA): m/z = 444.0 [M-OTf]+ (62), 400.0 [M-OTf-CO2]+ (100), 308.0 M = 742.59 g·mol-1 [M-OTf-PEH]+ (44), 265.9 [M-OTf-AcPheOH]+ (21) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 2.00 (s, 3H, Ac), 3.13 (dd, 1H, β-CH2), 3.39 (dd, 1H, β-CH2), 4.81 (dd, 1H, α-CH), 6.95 – 7.20 (m, 10H, Phenyl) C-NMR (CD3OD): δ = 22.7 (Ac), 37.5, 37.6 (β-CH2), 54.0 (α-CH), 95.0, 95.5, 96.0, 96.2, 13 96.3, 97.0, 97.2, 97.5 (Phenyl), 112.3, 115.2 (Cq), 123.7 (OTf), 172.6, 173.8 (COO), 176.5 (Ac) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1554 (w, δ-NH), 1668, 1705, 1736 (vs, ν-CO) 10 Experimentelle Daten 142 [(η6-PEE)Ru(η6-AcPheOH)][OTf]2 22 Reaktionsdauer: 6h (50°C, CF3COOH) Summenformel: C23H25NO11F6S2Ru Ausbeute: 103.2 mg (67%) Elementaranalyse: ber.: C 35.9, H 3.3, N 1.8, S 8.3; gef.: C 35.4, H 3.0, N 1.6, S 7.9 FAB-MS (NBA): m/z = 472.0 [M-OTf]+ (100), 428.0 [M-OTf-CO2]+ (8), 308.9 [M-OTf- M = 770.65 g·mol-1 PEE]+ (57), 265.9 [M-OTf-AcPheOH]+ (34) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.36 (t, 3H, OEt), 2.00 (s, 3H, Ac), 3.13 (dd, 1H, β-CH2), 3.38 (dd, 1H, β-CH2), 4.33 (dd, 2H, OEt), 4.81 (m, 1H, α-CH), 7.00 – 7.20 (m, 10H Phenyl) C-NMR (CD3OD): δ = 14.6 (OEt), 22.7 (Ac), 37.6 (β-CH2), 54.0 (α-CH), 63.7 (OEt), 95.3, 13 96.0, 96.2, 96.4, 97.5 (Phenyl), 111.8, 115.2 (Cq), 169.9, 172.6 (COO), 173.8 (Ac) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1555 (w, δ-NH), 1654, 1741, 1744 (vs, ν-CO) [(η6-PBS)Ru(η6-AcPheOH)][OTf]2 23 Reaktionsdauer: 5h (50°C, CF3COOH) Summenformel: C23H25NO11F6S2Ru Ausbeute: 140.1 mg (91%) Elementaranalyse: ber.: C 35.9, H 3.3, N 1.8, S 8.3; gef.: C 35.5, H 3.0, N 1.5, S 8.2 FAB-MS (NBA): m/z = 621.0 [M]+ (3), 472.0 [M-OTf]+ (100), 428.0 [M-OTf-CO2]+ (13), M = 770.65 g·mol-1 308.9 [M-OTf-PBS]+ (43), 265.9 [M-OTf-AcPheOH]+ (22) 10 1 Experimentelle Daten 143 H-NMR (CD3OD): δ = 2.01 (s, 3H, Ac), 2.03 (m, 2H, βPBS-CH2), 2.53 (t, 2H, αPBS-CH2), 2.84 (t, 2H, γ-CH2), 3.11, 3.36 (dd, 2H, β-CH2), 4.81 (dd, 1H, α-CH), 7.00 – 7.15 (mm, 9H, Phenyl), 7.19 (m, 1H, Phenyl) C-NMR (CD3OD): δ = 22.7 (Ac), 26.4 (βPBS-CH2), 33.6 (αPBS-CH2), 34.1 (γ-CH2), 37.6 (β- 13 CH2), 54.0 (α-CH), 95.3, 95.6, 96.0, 96.3, 96.4, 96.9, 97.3 (Phenyl), 114.8, 119.0 (Cq), 172.5, 173.7 (COO), 176.4 (Ac) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1553 (w, δ-NH), 1657, 1701, 1739 (vs, ν-CO) [(η6-PPR)Ru(η6-AcPheOH)][OTf]2 24 Reaktionsdauer: 12h (Rückfluss, CF3COOH) Summenformel: C22H25NO10F6S2Ru Ausbeute: 80.2 mg (54%) Elementaranalyse: ber.: C 35.6, H 3.4, N 1.9, S 8.6; gef.: C 35.5, H 3.7, N 1.7, S 8.3 FAB-MS (NBA): m/z = 444.9 [M-OTf]+ (18), 308.9 [M-OTf-PPR]+ (100), 264.9 M = 742.64 g·mol-1 [M-OTf-AcPheOH]+ (11) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 2.00 (s, 3H, Ac), 2.23 (m, 2H, βPPR-CH2), 2.92 (m, 2H, γ-CH2), 3.10, 3.35 (dd, 2H, β-CH2), 4.54 (t, 2H, αPPR-CH2), 4.80 (dd, 1H, αCH), 6.95 – 7.20 (mm, 10H, Phenyl) C-NMR (CD3OD): δ = 22.7 (Ac), 30.3 (βPPR-CH2), 34.4 (γ-CH2), 37.6 (β-CH2), 54.0 13 (α-CH), 61.8 (αPPR-CH2), 95.4, 96.1, 96.2, 96.3, 96.6, 97.0, 97.3 (Phenyl), 115.0, 118.2 (Cq), 172.5 (COO), 173.8 (Ac) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1553 (w, δ-NH), 1662, 1739 (s, ν-CO) 10 Experimentelle Daten 144 [(η6-PEH)Ru(η6-AcTrpOH][OTf]2 25 Reaktionsdauer: 4h (50°C, CF3COOH) Summenformel: C23H22N2O11F6S2Ru Ausbeute: 110.8 mg (71%) Elementaranalyse: ber.: C 35.3, H 2.8, N 3.6, S 8.2; gef.: C 35.0, H 3.0, N 3.4, S 7.9 FAB-MS (NBA): m/z = 633.1 [M]+ (7), 484.1 [M-OTf]+ (22), 439.1 [M-OTf-CO2]+ (100), M = 781.63 g·mol-1 348.1 [M-OTf-PEH]+ (6), 259.9 [M-OTf-PEH-COCH3-COOH]+ (13) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 2.02, 2.05 (2s, 3H, Ac), 3.25 (m, 1H, β-CH2), 3.44 (m, 1H, β-CH2), 4.82 (dd, 1H, α-CH), 6.60 – 6.70 (mm, 5H, Ind, PEH), 6.72 – 6.79 (m, 2H, PEH), 7.74 – 7.82 (mm, 2H, Ind), 8.23, 8.27 (2s, 1H, Ind) C-NMR (CD3OD): δ = 22.7, 22.8 (Ac), 27.7, 28.1 (β-CH2), 53.7, 53.9 (α-CH), 82.4, 82.5 13 (C1 Ind), 87.8, 87.9 (C4 Ind), 88.7 88.7, 89.1, 89.1 (C2 + C3 Ind), 92.6, 92.6, 93.2, 93.3, 93.9, 94.4, 95.3, 95.4 (CH Phenyl), 104.2, 104.2 (C Ind), 107.4, 107.4 (C Phenyl), 115.0, 115.2, 115.5, 115.6 (C Ind), 144.7 (C Ind), 171.0 (COO), 173.6, 174.1 (COO, Ac) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1554 (m, δ-NH), 1652, 1708, 1736 (vs, ν-CO) [(η6-PEE)Ru(η6-AcTrpOH][OTf]2 26 Reaktionsdauer: 4h (50°C, CF3COOH) Summenformel: C25H26N2O11F6S2Ru Ausbeute: 132.8 mg (82%) Elementaranalyse: ber.: C 37.1, H 3.2, N 3.5, S 7.9; gef.: C 36.5, H 3.4, N 3.2, S 7.7 FAB-MS (NBA): m/z = 511.1 [M-OTf]+ (100), 465.1 [M-OTf-C2H6O]+ (8), 438.1 [M-OTf-C3H6O2]+ (8), 347.0 [M-OTf-PEE]+ (11) M = 809.68 g·mol-1 10 1 Experimentelle Daten 145 H-NMR (CD3OD): δ = 1.34 (2t, 3H, OEt), 2.02, 2.05 (2s, 3H, Ac), 3.24 (m, 1H, β-CH2), 3.54 (2dd, 1H, β-CH2), 4.29 (2q, 2H, OEt), 4.82 (dd, 1H, α-CH), 6.60 6.72 (mm, 5H, Ind, PEE), 6.72 – 6.79 (m, 2H, PEE), 7.77 (2d, 1H, H1 Ind), 7.81 (2d, 1H, H4 Ind), 8.24, 8.28 (2s, 1H, Ind) C-NMR (CD3OD): δ = 14.6, 14.7 (OEt), 22.7, 22.8 (Ac), 27.6, 28.1 (β-CH2), 37.0 13 (αPEE-CH2), 53.5, 53.7 (α-CH), 63.4, 63.5 (OEt), 82.4, 82.6 (C1 Ind), 87.8, 88.0 (C4 Ind), 88.7, 88.7, 89.1, 89.2 (C2 + C3 Ind), 92.6, 92.7, 93.2, 93.7 93.9, 94.4, 95.3, 95.4 (CH Phenyl), 104.1, 104.2 (C Ind), 106.9, 107.0 (C Phenyl), 115.0, 115.2, 115.5, 115.6 (C Ind), 144.7 (C Ind), 169.8 (COO), 173.8, 174.1 (COO, Ac) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1554 (m, δ-NH), 1652, 1745 (vs, ν-CO) [(η6-PBS)Ru(η6-AcTrpOH][OTf]2 27 Reaktionsdauer: 3h (50°C, CF3COOH) Summenformel: C25H26N2O11F6S2Ru Ausbeute: 136.0 mg (84%) Elementaranalyse: ber.: C 37.1, H 3.2, N 3.5, S 7.9; gef.: C 37.5, H 3.5, N 3.2, S 8.1 FAB-MS (NBA): m/z = 660.1 [M]+ (9), 511.1 [M-OTf]+ (100), 438.1 [M-OTf-C3H6O2]+ M = 809.68 g·mol-1 (8), 347.0 [M-OTf-PBS]+ (6) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.90 (m, 2H, βPBS-CH2), 2.02, 2.05 (2s, 3H, Ac), 2.32 (m, 2H, αPBS-CH2), 2.47 (t, 2H, γPBS-CH2), 3.23 (2d, 1H, β-CH2), 3.43 (2dd, 1H, β-CH2), 4.81 (m, 1H, α-CH), 6.53 (t, 1H, PBS), 6.60 – 6.70 (m, 5H, Ind, PBS), 6.75 (dd, 1H, Ind), 7.74 – 7.82 (mm, 2H, Ind), 8.24, 8.28 (2s, 1H, Ind) 10 Experimentelle Daten 146 C-NMR (CD3OD): δ = 22.7, 22.9 (Ac), 26.1 (βPBS-CH2), 27.7, 28.1 (β-CH2), 32.5 13 (αPBS-CH2), 33.7 (γPBS-CH2), 53.6, 53.7 (α-CH), 82.0, 82.1 (C1 Ind), 87.4, 87.5 (C4 Ind), 88.4, 88.5, 88.9 (C2 + C3 Ind), 91.8, 93.0, 93.4, 93.8, 93.8, 94.7 (CH Phenyl), 104.1 (C Ind), 107.4 (C Phenyl), 114.0, 114.1 115.4, 115.5, 144.4 (C Ind), 173.6, 174.0 (COO), 176.5 (COO, Ac) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1549 (m, δ-NH), 1668, 1748 (vs, ν-CO) [(η6-PPR)Ru(η6-AcTrpOH][OTf]2 28 Reaktionsdauer: 12h (50°C, CF3COOH) Summenformel: C24H26N2O10F6S2Ru Ausbeute: 136.0 mg (84%) Elementaranalyse: ber.: C 36.9, H 3.4, N 3.6, S 8.2; gef.: C 36.5, H 3.4, N 3.0, S 8.3 FAB-MS (NBA): m/z = 483.1 [M-OTf]+ (100), 347.1 [M-OTf-PPR]+ (36) 1 M = 781.67 g·mol-1 H-NMR (CD3OD): δ = 2.01, 2.05 (2s, 3H, Ac), 2.11 (mm, 2H, βPPR-CH2), 2.38 (m, 2H, γPPR-CH2), 3.23 (m, 1H, β-CH2), 3.42 (m, 1H, β-CH2), 4.49 (t, 2H, γPPR-CH2), 4.79 (m, 1H, α-CH), 6.56 – 6.80 (m, 7H, Ind, PBS), 7.72 – 7.83 (mm, 2H, Ind), 8.24, 8.28 (2s, 1H, Ind) C-NMR (CD3OD): δ = 22.7, 22.8 (Ac), 27.7, 28.2 (β-CH2), 29.8, 30.2 (βPPR-CH2), 33.8 13 (γ-CH2), 53.6, 53.7 (α-CH2), 61.6 (αPPR-CH2), 82.1, 82.2 (C1 Ind), 87.6, 87.6 (C4 Ind), 88.5, 88.6, 89.0 (C2 Ind + C3 Ind), 91.5, 92.0, 92.9, 93.2, 93.6, 93.7, 93.8, 94.7 (CH Phenyl), 104.1 (C Ind), 113.3 (Cq Phenyl), 114.6, 115.4, 115.5 (C Ind), 144.5 (C Ind), 173.5, 174.1 (COO, Ac) IR (KBr): ν~ [cm-1] = 1552 (w, δ-NH), 1661, 1732 (vs, ν-CO) 10 Experimentelle Daten 10.2.6 147 η6-Markierung von Dipetiden (29 - 34) Die Umsetzungen mit linearen Dipeptiden werden analog zu der Synthese von ungeschützten Aminosäurekomplexen in CF3COOH durchgeführt. Dazu werden 0.1 mmol des Solvenskomplexes im jeweils angegebenen Volumen Trifluoressigsäure gelöst und mit einer Lösung der äquimolaren Menge Dipeptid in 5 ml CF3COOH zusammen gegeben. Nachdem die Reaktionsmischung für die angegebene Dauer bei Raumtemperatur gerührt wurde, engt man auf 2-3 ml ein und fällt das Produkt durch Zugabe von Diethylether aus. Der Niederschlag wird mehrmals mit Diethylether gewaschen und getrocknet. Zu Entfernung von nicht umgesetztem Peptid wird der Komplex aus Methanol/Diethylether umkristallisiert und abscliessend im Hochvakuum getrocknet. [(η6-PBS)Ru(η6ind-HPheTrpOH][OTf]2 29 Reaktionsdauer: 4h (RT, 10ml CF3COOH) Summenformel: C32H33N3O11F6S2Ru . CF3COOH Ausbeute: 80.3 mg (78%) Elementaranalyse: ber.: C 39.7, H 3.3, N 4.1, S 6.2; gef.: C 39.4, H 3.7, N 4.0, S 6.4 FAB-MS (NBA): m/z = 766.1 [M-TFA]+ (4), 616.1 [M-OTf-TAF]+ (100), 573.1 M = 1028.85 g·mol-1 [M-OTF-TFA-CO2]+ (11), 453.0 [M-OTF-TFA-PBS]+ (44) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.98 (m, 2H, βPBS-CH2), 2.36 (2t, 2H, αPBS-CH2), 2.47 (2t, 2H, γPBS-CH2), 3.12 (2dd, 1H, β-CH2), 3.44 (2dd, 1H, β’-CH2), 4.28 (2dd, 1H, α-CH), 4.81 (α’-CH), 6.50 – 6.78 (mm, 7H, PBS + Ind), 7.37 (m, 5H, Phenyl), 7.77 (2d, 1H, Ind), 7.82 (2d, 1H, Ind), 8.25, 8.30 (2s, 1H, Ind) C-NMR (CD3OD): δ = 26.2 (βPBS-CH2), 27.7, 27.9 (β’-CH2), 32.6, 32.7 (αPBS-CH2), 33.7 13 (γPBS-CH2), 38.7, 38.8 (β-CH2), 53.8, 54.0 (α’-CH2), 55.9, 55.9 (α-CH2), 82.0, 82.1 (C1 Ind), 87.5, 87.6 (C4 Ind), 88.5, 88.5, 88.9 (C2 10 Experimentelle Daten 148 Ind + C3 Ind), 92.0, 93.0, 93.5 93.8, 94.0, 94.7 (CH PBS), 104.0, 104.1 (Cq Ind), 112.7 (Cq PBS), 114.0, 114.1 115.0, 115.1 (Cq Ind), 129.2, 130.4, 130.9 (CH Phe), 135.6 (Cq Phe), 144.6, 144.7 (Cq Ind), 170.1, 173.4 (COO), 176.6 (CONH) [(η6-PEE)Ru(η6ind-HPheTrpOH][OTf]2 30 Reaktionsdauer: 4h (RT, 10ml CF3COOH) Summenformel: C32H33N3O11F6S2Ru . CF3COOH Ausbeute: 73.0 mg (71%) Elementaranalyse: ber.: C 39.7, H 3.3, N 4.1, S 6.2; gef.: C 39.2, H 3.6, N 4.0, S 6.4 FAB-MS (NBA): m/z = 916.0 [M]+ (4), 766.1 [M-OTf]+ (9), 616.1 [M-2OTf]+ (100), M = 1028.85 g·mol-1 573.1 [M-2OTf-CO2]+ (14), 453.0 [M-2OTf-PEE]+ (32) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.34 (2t, 3H, OEt), 3.13 (m, 1H, β-CH2), 3.43 (m, 1H, β’-CH2), 4.30 (mm, 3H, α-CH + OEt), 4.72 (α’-CH), 6.57 – 6.82 (mm, 7H, PEE + Ind), 7.38 (m, 5H, Phenyl), 7.75 (m, 1H, Ind), 7.82 (2d, 1H, Ind), 8.26, 8.30 (2s, 1H, Ind) C-NMR (CD3OD): δ = 14.6 (OEt), 27.6, 27.9 (β’-CH2), 38.7, 38.8 (β-CH2), 53.7, 54.0 13 (α’-CH2), 55.8, 55.9 (α-CH2), 63.6 (OEt), 82.5, 82.7 (C1 Ind), 88.0, 88.0 (C4 Ind), 88.7, 88.8, 89.2, 89.3 (C2 Ind + C3 Ind), 92.9, 93.2, 93.4, 93.9, 94.1, 94.4, 95.1, 95.4 (CH Phenyl), 104.1, 104.2 (Cq Ind), 107.0 (Cq PEE), 112.7, 112.7 115.1, 115.2 (Cq Ind), 129.2, 130.4, 130.9 (CH Phenyl), 135.6, 135.7 (Cq Phenyl), 144.9, 145.0 (Cq Ind), 169.8, 170.2 (COO), 173.5 (CONH) 10 Experimentelle Daten 149 10.6.3 [(η6-PEE)Ru(η6ind-HTrpPheOH][OTf]2 Reaktionsdauer: 4h (RT, 10ml CF3COOH) Summenformel: C32H33N3O11F6S2Ru . CF3COOH Ausbeute: 83.4 mg (81%) Elementaranalyse: ber.: C 39.7, H 3.3, N 4.1, S 6.2; gef.: C 39.4, H 3.2, N 4.0, S 6.6 FAB-MS (NBA): m/z = 766.1 [M-TFA]+ (7), 616.1 [M-OTf-TFA]+ (100), 453.0 [M-OTf- 31 M = 1028.85 g·mol-1 TFA-PEE]+ (21) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.33 (2t, 3H, OEt), 2.97 – 3.55 (mm, 4H, β-CH2, β’-CH2), 4.16 (dd, 1H, α’-CH), 4.28 (2q, 2H, OEt), 4.72 (m, 1H, α-CH), 6.55 – 6.78 (mm, 7H, PEE + Ind), 7.31 (m, 5H, Phenyl), 7.72 (2d, 1H, Ind), 7.79 (2d, 1H, Ind), 8.29, 8.36 (2s, 1H, Ind) C-NMR (CD3OD): δ = 14.6, 14.7 (OEt), 27.2, 27.5 (β-CH2), 38.4, 38.5 (β’-CH2), 53.8, 13 54.2 (α-CH2), 55.6, 55.8 (α’-CH2), 63.6 (OEt), 82.7, 82.8 (C1 Ind), 87.5, 87.8 (C4 Ind), 88.7, 88.8, 89.5 (C2 Ind + C3 Ind), 92.7, 93.2, 93.6, 94.0, 94.4, 95.1, 95.1 (CH Phenyl), 103.7, 104.5 (Cq Ind), 108.1, 108.2 (Cq PEE), 113.0, 115.1, 115.4 (Cq Ind), 128.2, 129.9, 130.5 (CH Phenyl), 138.2, 138.3 (Cq Phenyl), 146.3, 146.6 (Cq Ind), 169.8, 170.4 (COO), 174.0 (CONH) [(η6-PEE)Ru(η6ind-HTyrTrpOH][OTf]2 32 Reaktionsdauer: 6h (RT, 15ml CF3COOH) Summenformel: C32H33N3O12F6S2Ru . CF3COOH Ausbeute: 72.0 mg (69%) Elementaranalyse: ber.: C 39.1, H 3.3, N 4.0, S 6.1; gef.: C 38.8, H 3.1, N 3.9, S 6.1 M = 1044.85 g·mol-1 10 Experimentelle Daten FAB-MS (NBA): 150 m/z = 931.9 [M]+ (8), 781.9 [M-OTf]+ (22), 632.0 [M-OTf-TFA]+ (100), 588.0 [M-OTf-TFA-CO2]+ (12), 469.0 [M-OTf-TFA-PEE]+ (41), 425.0 [M-OTf-TFA-PEE-CO2]+ (8) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.33 (2t, 3H, OEt), 3.03 (2dd, 1H, β-CH2), 3.25 (2dd, 1H β-CH2), 3.29 – 3.47 (mm, 2H, β’-CH2), 4.22 (2dd, 1H, α-CH), 4.29 (2q, 2H, OEt), 4.75 (m, 1H, α’-CH), 6.57 – 6.83 (mm, 9H, PEE + Ind + Tyr), 7.18 (2d, 2H, Tyr), 7.76 (2d, 1H, Ind), 7.82 (2d, 1H, Ind), 8.26, 8.29 (2s, 1H, Ind) C-NMR (CD3OD): δ = 14.6 (OEt), 27.7, 28.0 (β’-CH2), 37.9 (β-CH2), 53.9, 54.1 (α’-CH2), 13 56.1, 56.1 (α-CH2), 63.6 (OEt), 82.5, 82.5 (C1 Ind), 88.0 (C4 Ind), 88.7, 88.8, 89.1 (C2 Ind + C3 Ind), 92.9, 93.2, 93.4, 93.9, 94.2, 94.4, 95.2, 95.5 (CH Phenyl), 104.5 (Cq Ind), 106.9 (Cq PEE), 112.7, 115.2 (Cq Ind), 117.2, 132.0, 132.0 (CH Tyr), 145.0, 145.1 (Cq Ind), 158.6 (COH Tyr), 169.7, 170.3 (COO), 174.2 (CONH) [(η6-PEE)Ru(η6ind-HTrpTyrOH][OTf]2 33 Reaktionsdauer: 6h (RT, 15ml CF3COOH) Summenformel: C32H33N3O12F6S2Ru . CF3COOH Ausbeute: 77.2 mg (74%) Elementaranalyse: ber.: C 39.1, H 3.3, N 4.0, S 6.1; gef.: C 39.0, H 3.3, N 3.8, S 5.9 FAB-MS (NBA): m/z = 781.9 [M-TFA]+ (4), 747.0 [M-OTf]+ (3), 632.2 [M-OTf-TFA]+ M = 1044.85 g·mol-1 (100), 468.1 [M-OTf-TFA-PEE]+ (28), 424.1 [M-OTf-TFA-PEE-CO2]+ (22) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.30 (2t, 3H, OEt), 2.94, 3.11 (m, 2H, β-CH2), 3.37 – 3.51 (m, 2H β’-CH2), 4.21 (m, 1H, α’-CH), 4.28 (2q, 2H, OEt), 4.64 (m, 1H, α-CH), 10 Experimentelle Daten 151 6.58 – 6.75 (mm, 9H, PEE + Ind + Tyr), 7.08 (2d, 2H, Tyr), 7.68 – 7.82 (mm, 2H, Ind), 8.30, 8.36 (2s, 1H, Ind) C-NMR (CD3OD): δ = 14.6 (OEt), 27.2, 27.5 (β-CH2), 37.6, 37.7 (β’-CH2), 53.7, 54.2 13 (α-CH2), 55.9, 56.1 (α’-CH2), 63.6 (OEt), 82.6, 82.7 (C1 Ind), 87.6, 87.8 (C4 Ind), 88.7, 88.8, 89.4, 89.6 (C2 Ind + C3 Ind), 92.7, 93.4, 93.5, 93.7, 93.9, 94.5, 94.6, 95.1, 95.1 (CH PEEl), 104.6 (Cq Ind), 107.2, 108.1 (Cq PEE), 111.6, 112.9, 115.1, 115.4 (Cq Ind), 116.6, 116.7, 131.5 (CH Tyr), 146.3, 146.6 (Cq Ind), 157.7 (COH Tyr), 169.2, 170.3 (COO), 174.5 (CONH) [(η6-PEE)Ru(η6tyr-HPheTyrOH][OTf]2 34 Reaktionsdauer: 24h (RT, 18ml CF3COOH) Summenformel: C30H32N2O12F6S2Ru . CF3COOH Ausbeute: 84.4 mg (84%) Elementaranalyse: ber.: C 38.2, H 3.3, N 2.8, S 6.4; gef.: C 38.7, H 3.0, N 3.5, S 6.0 FAB-MS (NBA): m/z = 743.2 [M-TFA]+ (9), 593.2 [M-OTf-TFA]+ (100), 429.1 [M-OTf- M = 1005.81 g·mol-1 TFA-PEE]+ (16) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 1.33 (t, 3H, OEt), 3.01 (dd, 1H, β’-CH2), 3.09 (dd, 1H, β-CH2), 3.18 (dd, 1H, β’-CH2), 3.33 (β-CH2) 4.26 (m, 3H, α-CH + OEt), 4.83 (α’CH), 5.69 (d, 2H, Tyr), 6.39, 6.46 (2m, 2H, Tyr), 6.61 (m, 3H, PEE), 6.75 (d, 2H, PEE), 7.31 – 7.42 (m, 5H, Phe) C-NMR (CD3OD): δ = 14.7 (OEt), 36.7 (β-CH2), 38.7 (β’-CH2), 54.6 (α-CH2), 55.9, 56.1 13 (α’-CH2), 63.3 (OEt), 81.2 (CH Tyr), 92.5, 92.6 92.6 (CH PEE, Tyr), 94.5, 97.2, 97.3 (CH PEE), 101.8 (Cq Tyr), 105.8 (Cq PEE), 129.3, 130.5. 130.9, 131.5 (CH Phe), 135.5 (Cq Phe), 161.9 (COH Tyr), 170.1, 170.4 (COO), 172.4 (CONH) 10 Experimentelle Daten 10.2.7 152 Peptidsynthesen (35 - 39) [(η6-PEH)Ru(η6-HMB)][OTf]2 35 Der Trissolvenskomplex [(η6-PEH)Ru((CH3)2CO)3][OTf]2 (1 mmol) wird zusammen mit 1 mmol Hexamethylbenzol (162.3 mg) in 50 ml CF3COOH gelöst und unter Rückfluss 2h gerührt. Die farblose Lösung wird auf 10 ml eingeengt und das Produkt mit Diethylether als weisses Pulver ausgefällt. Der Feststoff wird aus Methanol mehrmals umkristallisiert und getrocknet. M = 697.64 g·mol-1 Summenformel: C22H26O8F6S2Ru Ausbeute: 586 mg (84%) Elementaranalyse: ber.: C 37.9, H 3.8, S 9.2; gef.: C 37.9, H 3.4, S 9.3 FAB-MS (NBA): m/z = 548.0 [M]+ (8), 399.1 [M-OTf]+ (100), 355.0 [M-OTf-CO2]+ (85), 263.0 [M-OTf-PEH]+ (12) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 2.59 (s, 18H, HMB), 6.68 – 6.82 (m, 5H, Phenyl) C-NMR (CD3OD): δ = 17.8 (CH3 HMB), 95.8, 96.5, 96.8 (CH Phenyl), 111.1, 111.6 (Cq 13 Phenyl, HMB) [(η6-PBS)Ru(η6-HMB)][OTf]2 36 Der Trissolvenskomplex [(η6-PBS)Ru((CH3)2CO)3][OTf]2 (1 mmol) wird zusammen mit 1 mmol Hexamethylbenzol (162.3 mg) in 50 ml CF3COOH gelöst und unter Rückfluss 2h gerührt. Die farblose Lösung wird auf 10 ml eingeengt und das Produkt mit Diethylether als weisses Pulver ausgefällt. Der Feststoff wird aus Methanol mehrmals umkristallisiert und getrocknet. Summenformel: C24H30O8F6S2Ru Ausbeute: 701 mg (97%) M = 725.69 g·mol-1 10 Experimentelle Daten 153 Elementaranalyse: ber.: C 39.7, H 4.2, S 8.8; gef.: C 39.6, H 3.7, S 8.6 FAB-MS (NBA): m/z = 427.1 [M-OTf]+ (100), 383.0 [M-OTf-CO2]+ (12), 263.0 [M-OTf-PBS]+ (8) 1 H-NMR (CD3OD): δ = 2.00 (m, 2H, β-CH2), 2.51 (t, 2H, α-CH2), 2.59 (s, 18H, HMB), 2.62 (t, 2H, γ-CH2), 6.72 – 6.81 (m, 5H, Phenyl) C-NMR (CD3OD): δ = 17.8 (CH3 HMB), 27.8 (β-CH2), 32.1 (α-CH2), 33.5 (γ-CH2), 95.7, 13 96.3, 96.9 (CH Phenyl), 111.1 (Cq Phenyl), 115.2 (Cq HMB) [(η6-HMB)Ru(η6-C6H5(CH2)3CO-TrpOMe)][OTf]2 37 Zu einer Lösung von 0.165 mmol HTrpOMe.HCl (42.03 mg) in 8 ml CH2Cl2 gibt man 0.15 mmol [(η6-PBS)Ru(η6-HMB)][OTf]2 29 (108.35 mg). Nach Kühlen der Suspension auf -15°C und Zugabe von 0.165 mmol EDC (32.59 mg) und 0.30 mmol Triethylamin (41.8 µl) wird 12h bei dieser Temperatur und anschliessend 4h bei Raumtemperatur gerührt. Die Suspension wird dann zur Trockne eingeengt und in 15 ml Methanol aufgenommen. Die methanolische Lösung wird semi-präparativ HPL-chromatographiert (Material: Nucleosil 100-C18 (endcapped, dp = 10 µm); Eluent: 45% MeOH / 55 %H2O / 0.1% PFP; T = 25°C; Fluss: 20 ml/min; tR = 16.9 min).Die Produktfraktion wird zur Trockne eingeengt und mehrmals aus MeOH / Et2O umkristallisiert und abschliessend getrocknet. M = 925.24 g·mol-1 Summenformel: C36H42N2O9F6S2Ru Ausbeute: 93.0 mg (67%) Elementaranalyse: ber.: C 46.7, H 4.6, N 3.0, S 6.9; gef.: C 46.9, H 4.6, N 2.9, S 6.7 FAB-MS (NBA): m/z = 777.3 [M]+ (3), 627.3 [M-OTf]+ (100), 568.4 [M-OTf-COOCH3]+ (17), 441.2 [M-OTF-COOCH3-CH2Indol]+ (11), 263.0 [M-OTFC6H5(CH2)3CO-TrpOMe]+ (48) 10 1 Experimentelle Daten 154 H-NMR (CD3OD): δ = 1.91 (m, 2H, β-CH2), 2.35 (m, 2H, α-CH2), 2.44 (m, 2H, γ-CH2), 2.52 (s, 18H, CH3 HMB), 3.22 (dd, 1H, β’-CH2), 3.37 (dd, 1H, β’-CH2), 3.77 (s, 3H, OMe), 4.73 (dd, 1H, α’-CH2), 6.61 (m, 3H, PBS), 6.72 (2t, 2H, PBS), 7.08 (t, H3 Ind), 7.16 (t, 1H, H3 Ind), 7.19 (s, 1H, Ind), 7.40 (dd, 1H, H1 Ind), 7.58 (dd, 1H, H4 Ind) C-NMR (CD3OD): δ = 17.7 (CH3 HMB), 27.7 (β-CH2), 28.5 (β’-CH2), 32.3 (α-CH2), 34.9 13 (γ-CH2), 53.2 (α’-CH), 55.4 (OMe), 95.9, 96.0, 96.9, 97.1 (CH PBS), 111.2, 111.3 (Cq PBS, Ind), 112.8 (CH Ind), 115.0 (Cq HMB), 119.5, 120.3, 122.9, 125.0 (CH Ind), 129.0, 138.4 (Cq Ind), 174.6 (COO), 174.9 (CONH) [(η6-HMB)Ru(η6-C6H5(CH2)3CO-PheOMe)][OTf]2 38 Zu einer Lösung von 0.17 mmol HPheOMe.HCl (33.35 mg) in 8 ml CH2Cl2 gibt man 0.15 mmol [(η6-PBS)Ru(η6-HMB)][OTf]2 29 (108.35 mg). Nach Abkühlen der Suspension auf -10°C und Zugabe von 0.30 mmol Triethylamin (41.8 µl) und 0.17 mmol EDC (32.59 mg) wird 12h bei dieser Temperatur und zusätzlich 4h bei Raumtemperatur gerührt. Die Suspension wird dann zur Trockne eingeengt und in 15 ml Methanol aufgenommen. Die methanolische Lösung wird semi-präparativ HPL-chromatographiert (Material: Nucleosil 100-C18 (endcapped, dp = 10 µm); Eluent: 50% MeOH / 50 %H2O / 0.1% PFP; T = 25°C; Fluss: 20 ml/min; tR = 13.1 min). Die Produktfraktion wird zur Trockne eingeengt und mehrmals aus MeOH / Et2O umkristallisiert und abschliessend getrocknet. M = 886.90 g·mol-1 Summenformel: C34H41NO9F6S2Ru Ausbeute: 61.1 mg (46%) Elementaranalyse: ber.: C 46.0, H 4.7, N 1.6, S 7.2; gef.: C 45.9, H 4.8, N 1.4, S 7.2 FAB-MS (NBA): m/z = 588.3 [M-OTf]+ (100), 530.3 [M-OTf-COOCH3]+ (7), 441.2 [M-OTF-COOCH3-C6H5CH2]+ (13), 355.0 [M-OTf-CH2CHCO- PheOMe] (18), 263.0 [M-OTF-C6H5(CH2)3CO-PheOMe]+ (14) 10 1 Experimentelle Daten 155 H-NMR (CD3OD): δ = 1.94 (m, 2H, β-CH2), 2.33 (m, 2H, α-CH2), 2.54 (m, 2H, γ-CH2), 2.57 (s, 18H, CH3 HMB), 3.00 (dd, 1H, β’-CH2), 3.22 (dd, 1H, β’CH2), 3.76 (s, 3H, OMe), 4.68 (dd, 1H, α’-CH2), 6.70 (t, 1H, PBS), 6.77 (m, 4H, PBS), 7.29 (m, 5H, Phe) C-NMR (CD3OD): δ = 17.8 (CH3 HMB), 27.9 (β-CH2), 32.5 (α-CH2), 34.9 (γ-CH2), 38.4 13 (β’-CH2), 53.1 (α’-CH), 55.8 (OMe), 96.0, 96.1, 96.1, 97.1 (CH PBS), 111.4 (Cq PBS), 115.0 (Cq HMB), 128.3, 129.9, 130.5 (CH Phe), 138.6(Cq Phe), 168.6 (COO), 175.0 (CONH) [(η6-HMB)Ru(η6-C6H5(CH2)3CO-GlyGlyOEt)][OTf]2 39 Zu einer Lösung von 0.165 mmol HTrpOMe.HCl (42.03 mg) in 8 ml CH2Cl2 gibt man 0.15 mmol [(η6-PBS)Ru(η6-HMB)][OTf]2 29 (108.35 mg). Nach Kühlen der Suspension auf -15°C und Zugabe von 0.30 mmol Triethylamin (41.8 µl) und 0.165 mmol EDC (32.59 mg) wird 2h bei dieser Temperatur und anschliessend 24h bei Raumtemperatur gerührt. Die Suspension wird dann zur Trockne eingeengt und in 15 ml Methanol aufgenommen. Die methanolische Lösung wird semi-präparativ HPL-chromatographiert (Material: Nucleosil 100-C18 (endcapped, dp = 10 µm); Eluent: 15% MeOH / 85 %H2O / 0.1% PFP; T = 25°C; Fluss: 20 ml/min; tR = 20.1 min). Die Produktfraktion wird zur Trockne eingeengt und mehrmals aus MeOH / Et2O umkristallisiert und abschliessend getrocknet. M = 867.85 g·mol-1 Summenformel: C30H40N2O10F6S2Ru Ausbeute: 93.4 mg (73%) Elementaranalyse: ber.: C 39.9, H 4.8, N 3.3, S 7.6; gef.: C 39.9, H 4.7, N 3.1, S 7.5 FAB-MS (NBA): m/z = 545.9 [M-OTf]+ (100), 379.0 [M-OTf-GlyGlyOEt]+ (29), 263.0 [M-OTF-C6H5(CH2)3CO-GlyGlyOEt]+ (26) 10 1 Experimentelle Daten 156 H-NMR (CD3OD): δ = 1.32 (t, 3H, OEt), 2.04 (2t, 2H, β-CH2), 2.42 (t, 2H, α-CH2), 2.59 (s, 18H, CH3 HMB), 2.62 (t, 2H, γ-CH2), 3.98, 4.01 (2s, 4H, CH2 Gly), 4.24 (q, 2H, OEt), 6.78 (m, 3H, PBS), 6.84 (m, 2H, PBS) C-NMR (CD3OD): δ = 14.8 (OEt), 17.8 (CH3 HMB), 27.9 (β-CH2), 32.3 (α-CH2), 35.0 13 (γ-CH2), 42.5, 43.3 (CH2 Gly), 62.7 (OEt), 96.0, 96.2, 97.1 (CH PBS), 111.4, (Cq PBS), 115.2 (Cq HMB), 171.7, 172.3, 175.4, 178.1 (CO) 11 Daten zu den Röntgenstrukturanalysen 157 11 Daten zu den Röntgenstrukturanalysen Tabelle 11.1: Kristall- und Verfeinerungsdaten von [(η6-PEE)RuCl(1,10-phen)][OTf] 8a und [(η6-PBS)Ru(η6-HMB)][OTf] 2.MeOH 36 Verbindung 8a 36.MeOH Kristallsystem Monoklin Monoklin Raumgruppe P21/c P21/c a [Å] 8.134(5) 13.006(2) b [Å] 18.878(4) 14.891(2) c [Å] 15.953(3) 16.091(2) α [°] 90 90 β [°] 90.0(3) 94.81(6) γ [°] V [Å3] 90 90 2449.8(8) 3105.4(8) Z 4 4 1264 1544 1.708 1.621 M [g mol ] 629.99 757.71 Kristalldimension [mm] 0.39 x 0.15 x 0.14 0.60 x 0.38 x 0.28 Absorptionskoeffizient µ [mm ] MoKα 0.895 MoKα 0.723 Absorptionskorrektur Semi-empirisch - Min. / Max. Transmission 0.168 / 0.140 - Scan-Methode ω-Scan 2.16 bis 25.01 ω-Scan 2.08 bis 25.00 -9, 0 / 0, 22 / -18, 18 -1, 14 / -1, 17 / -19, 19 Gemessene Reflexe 4808 6659 Unabhängige Reflexe 4313 5388 Zahl der Parameter 326 403 R1 (I>2σ(I)) 0.0592 0.0378 wR2 (I>2σ(I)) R1 (alle Daten) 0.0931 0.0891 0.1329 0.0537 wR2 (alle Daten) 0.1146 0.0967 Goodness of fit (S) 1.005 1.025 293(2) 293(2) -0.385 / 0.385 -0.492 / 0.395 F (000) . -3 Berechnete Dichte Dcalc [g cm ] . -1 Strahlung -1 2Θ-Meßbereich [°] hkl-Meßbereich Temperatur [K] Min. / Max. In ∆F -Synthese [eÅ ] 2 -3 11 Daten zu den Röntgenstrukturanalysen 158 Tabelle 11.2: Lageparameter (×104) und äquivalente Temperaturfaktoren (Å2×103) von [(η6-PEE)RuCl(1,10-phen)][OTf] 8a Atom Ru Cl C(11) C(12) C(13) C(14) C(15) C(16) C(17) C(18) O(18) O(19) C(110) C(111) N(21) C(22) C(23) C(24) C(25) C(26) C(27) C(28) C(29) N(210) C(211) C(212) C(213) C(214) S(3) O(31) O(32) O(33) C(3) F(31) F(32) F(33) x 3178(1) 4029(2) 2657(9) 4321(12) 5330(11) 4643(12) 2984(9) 1982(8) 179(8) -70(11) 998(8) -1656(7) -2117(14) -3709(15) 918(6) -313(8) -1778(8) -1964(8) -670(10) 633(10) 3536(10) 4885(10) 4827(8) 3491(6) 2157(7) 2119(9) -661(8) 754(7) 1189(3) -537(8) 1851(8) 1807(6) 1900(20) 1524(16) 3578(14) 1516(13) y 6960(1) 5820(1) 7633(4) 7432(5) 7572(5) 7888(4) 8086(4) 7954(4) 8150(4) 8936(5) 9372(3) 9098(3) 9849(5) 9946(8) 6456(3) 6402(3) 6047(4) 5743(3) 5466(4) 5498(4) 5887(4) 6230(4) 6542(4) 6529(3) 6176(3) 5844(3) 5776(3) 6144(3) 2776(1) 2865(5) 2495(3) 2496(3) 3662(6) 3993(3) 3638(5) 4021(3) z 4269(1) 3767(1) 3180(5) 3175(7) 3869(10) 4560(8) 4595(5) 3905(4) 3924(5) 3912(5) 3964(4) 3848(4) 3887(8) 3891(11) 4473(4) 3938(5) 4151(6) 4919(5) 6298(5) 6825(5) 7034(5) 6736(5) 5956(5) 5469(3) 5777(5) 6569(4) 5495(5) 5242(4) 8568(1) 8561(5) 7813(4) 9337(3) 8587(8) 9258(4) 8599(6) 7934(4) U(eq) 44(1) 57(1) 55(2) 86(3) 100(4) 93(4) 63(2) 47(2) 55(2) 61(2) 87(2) 92(2) 134(5) 226(9) 40(1) 47(2) 56(2) 49(2) 59(2) 60(2) 63(2) 65(2) 52(2) 44(1) 41(2) 46(2) 46(2) 40(2) 61(1) 152(4) 99(2) 71(2) 131(5) 228(6) 221(6) 207(5) 11 Daten zu den Röntgenstrukturanalysen 159 Tabelle 11.2: Lageparameter (×104) und äquivalente Temperaturfaktoren (Å2×103) von [(η6-PBS)Ru(η6-HMB)][OTf] 2.MeOH 36 Atom Ru(1) C(11) C(12) C(13) C(14) C(15) C(16) C(17) C(18) C(19) C(110) O(111) O(112) C(21) C(22) C(23) C(24) C(25) C(26) C(27) C(28) C(29) C(210) C(211) C(212) S(3) O(31) O(32) O(33) C(34) F(35) F(36) F(37) S(4) O(41) O(42) O(43) x 2742(1) 1367(3) 1492(4) 2400(4) 3216(4) 3110(3) 2162(3) 2033(4) 1692(4) 634(3) 235(4) -688(3) 686(3) 3023(3) 2216(3) 2387(3) 3346(3) 4150(3) 3993(3) 2854(5) 1181(4) 1562(4) 3515(4) 5182(3) 4851(4) 4635(1) 4932(3) 3560(3) 5156(4) 5150(4) 4809(3) 6156(3) 4931(4) 1582(1) 1033(3) 940(3) 2582(3) y 447(1) -148(3) 717(3) 983(3) 374(3) -507(3) -788(2) -1728(3) -2366(3) -2158(3) -2878(3) -2739(2) -3542(3) -50(3) 596(3) 1463(3) 1682(2) 1034(3) 173(3) -978(3) 375(4) 2176(3) 2612(3) 1264(4) -515(3) 2592(1) 1901(2) 2763(3) 2555(3) 3612(3) 3755(2) 3573(3) 4313(2) -51(1) -154(3) 291(3) 325(3) z 8365(1) 8873(2) 9189(3) 9601(2) 9712(2) 9398(2) 8974(2) 8653(3) 9328(3) 9596(3) 10136(3) 10346(3) 10330(3) 7088(2) 7015(2) 7350(2) 7785(2) 7871(2) 7513(2) 6710(3) 6555(3) 7244(3) 8152(3) 8326(3) 7564(3) 10827(1) 10280(2) 10791(3) 11640(2) 10408(3) 9634(2) 10404(3) 10838(2) 11675(1) 10871(2) 12289(2) 11691(3) U(eq) 36(1) 50(1) 59(1) 61(1) 62(1) 55(1) 47(1) 74(1) 73(1) 59(1) 59(1) 96(1) 131(2) 50(1) 49(1) 46(1) 44(1) 44(1) 48(1) 82(2) 83(2) 74(1) 71(1) 67(1) 81(2) 56(1) 76(1) 104(1) 102(1) 70(1) 115(1) 142(2) 136(2) 62(1) 85(1) 92(1) 98(1) 11 Daten zu den Röntgenstrukturanalysen Atom C(44) F(45) F(46) F(47) O(51) C(52) x 1804(4) 2337(3) 2375(3) 932(3) -1531(3) -2197(6) 160 y -1199(4) -1638(3) -1250(3) -1626(3) -4012(3) -4594(4) z 11999(4) 11454(3) 12710(2) 12061(3) 11172(3) 10703(4) U(eq) 85(2) 127(1) 129(1) 150(2) 90(1) 113(2) 12 Literaturverzeichnis 12 Literaturverzeichnis [1] T. 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Die angenehme Arbeitsatmosphäre des Lehrstuhls hoffe ich auch im weiteren Berufsleben wiederzufinden. Ebenso großen Anteil tragen aber auch alle, die mich während der Dissertation privat unterstützt haben. Dr. Iris Müller, für die Durchführung der Kristallstrukturanalysen und die Hilfestellung Manuela Winter bei der Lösung und Erstellung der Abbildungen Martin Gartmann, für die Aufnahme der NMR-Spektren und ihre Diskussionsbereitschaft Gregor Barchan bei fachlichen Fragen Susann Gencaslan für die Durchführung und Diskussion der potentiometrischen Untersuchungen Andre Frodl für die Korrekturdurchsicht dieser Arbeit und die gute Zusammenarbeit im Labor, viel mehr natürlich noch für alles, was wir außerhalb von NC 4/26 unternommen haben Marco Kleine für das Überlassen seiner HPLC-Anlage (insbesondere der Hamilton 710N Mikroliterspritze) und den unvergleichlichen Zynismus Sven Manka für die verlässliche Versorgung mit Kaffee und die Hilfestellung bei den semi-präparativen Trennungen Friederike Becker für spannende Diskussionen abseits der Chemie und ihre verlässliche Hilfsbereitschaft in allen Belangen Diran Herebian für seine Diskussionsbereitschaft, interessante Einblicke in die Intercalationschemie und alle gemeinsamen privaten Aktivitäten Meinen Eltern gebührt Dank für die unschätzbare Unterstützung und Geduld während meiner Promotion. Danken muss ich an dieser Stelle auch Olaf Dirkes und Sebastian Kodalle für ihre langjährige Freundschaft und den mir gegebenen Rückhalt. An letzter zugleich aber erster Stelle muss ich mich bei meiner Freundin Barbara Herzig bedanken. Ohne deine Liebe, dein Verständnis und deinen Rückhalt wäre diese Arbeit nicht entstanden. Danke Lebenslauf Persönliche Daten Name: Ralf Stodt Geburtsdatum: 22. Mai 1972 Geburtsort: Arnsberg Familienstand: Ledig Staatsangehörigkeit: Deutsch Schulausbildung: 08.1978 − 06.1982 Besuch der Grundschule „Ruhrschule“ in Arnsberg 08.1982 − 06.1992 Besuch des Städt. Franz-Stock Gymnasiums in Arnsberg 06.1992 Erwerb der allgemeinen Hochschulreife Studium: 10.1992 – 02.1999 Studium der Chemie an der Ruhr-Universität Bochum 03.1995 Diplom-Vorprüfung 09.1998 − 02.1999 Diplomarbeit am Lehrstuhl für Analytische Chemie Thema der Arbeit: „Chemoselektive Markierung von aromathaltigen Aminosäuren und Peptiden“; Betreuer: Prof. W. S. Sheldrick 02.1999 Diplom-Hauptprüfung 04.1999 − 03.2002 Promotion am Lehrstuhl für Analytische Chemie Thema der Arbeit: „Synthese von carboxylathaltigen (η6-Aromat)Ruthenium(II)-Komplexen zur N-terminalen und η6-Markierung von Aminosäuren und Peptiden“; Betreuer: Prof. W. S. Sheldrick