(Rhabdoviren) Viren mit segmentierter dsRNA - Friedrich
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Molekulare Virologie WS 2015/16 Viren mit negativem ssRNA-Genom (Rhabdoviren) Viren mit segmentierter dsRNA (Reoviren) (Birnaviren) Mi 21.10.15 PD Dr. rer. nat. Stefan Finke Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald - Insel Riems [email protected] Nachklausur „Allgemeine Virologie“: Vor23.10.2015, 14:30 Hörsaal Mikrobiologie Klausur Molekulare Virologie: 15.02.2016 Nachklausur: 11.4.2016 Seminar: „Neue Entwicklungen in der Virologie“ Donnerstags von 17.15-18.45 Uhr im Seminarraum des Friedrich Loeffler Institutes für Medizinische Mikrobiologie, Martin-Luther-Str. 6 Vergabe der Vortragsthemen: 22.10.15 Praktikum: ganztägiges Blockpraktikum Bachelor vom 14.03. bis 24.03.2016 am Friedrich Loeffler Institut, Insel Riems Datum << Thema Dozent 14.10.15 Umhüllte Viren mit segmentiertem ssRNA-Genom (Orthomyxo-, Bunya-, Arenaviren) J. Stech 21.10.15 Umhüllte Viren mit negativem ssRNA-Genom (Rhabdoviren), Viren mit segmentierter dsRNA (Reoviren S. Finke 28.10.15 Viren mit einer reversen Transkriptase (Retroviren) J. Stech 04.11.15 Umhüllte Viren mit negativem ssRNA-Genom (Paramyxo-, Filo-, Bornaviren) S. Finke 11.11.15 Umhüllte Viren mit positivem ssRNA-Genom (Toga-, Flaviviren) S. Finke 18.11.15 25.11.15 Hepatitisviren (HCV, HBV, HDV) Umhüllte Viren mit positivem ssRNA-Genom (Coronaviren)) J. Stech S. Finke 02.12.15 ssDNA- und dsDNA-Viren ohne Hülle (Parvo-, Papillom-, Polyomaviren) R. Ulrich 09.12.15 Adeno- und DNA-Tumorviren R. Ulrich 16.12.15 Große umhüllte dsDNA-Viren I (Herpesviren) T. Mettenleiter 06.01.16 Große dsDNA-Viren II (Pocken-, Baculoviren), Aufbau von Virusvektoren R. Ulrich 13.01.16 Nichtumhüllte Viren mit positivem ssRNA-Genom (Picorna-, Calici-, Astroviren) T. Mettenleiter 20.01.16 Subvirale Pathogene und andere virusähnliche infektiöse Agenzien T. M ettenleiter Molekulare Virologie – WS 2015/16 http://lehre.fli.bund.de Benutzername: student Passwort: Studenten-HGW Ordner: Vorlesung Molekulare Virologie 2014/15 Die Vorlesungsfolien werden ausschließlich zur Nachbearbeitung der Vorlesung zur Verfügung gestellt und ersetzen nicht den regelmäßigen Besuch der Vorlesung! Moleculare Virology - Modrow et al. Principles of Virology - Flint et al. Fields Virology - Knipe et al. Umhüllte Viren mit negativem ssRNA-Genom (Rhabdoviren) Viren mit segmentierter dsRNA (Reoviren) (Birnaviren) RNA Viren (I) • genetisches Material: RNA • 2 mögliche Replikationsstrategien: – RNA-abhängige RNA Synthese (RNA-Replikation) – RNA-abhängige DNA Synthese (Reverse Transkription) dann DNA Replikation und RNA-Transkription (Retroviren) • Enzyme – RNA-abhängige RNA-Polymerase – Reverse Transkriptase Viren müssen diese Enzyme kodieren teilweise Verpackung der Enzyme in Virionen RNA Viren (II) • kritischer Schritt: Expression der Gene als mRNAs • RNA Virus-Taxonomie richtet sich u.a. nach der Strategie, vom Genom zur mRNA zu kommen • mRNA: positive Polarität • komplementärer Strang: negative Polarität Klassifikation nach Baltimore: Vom Genom zur mRNA I: dsDNA Viren (z.b. AdenoHerpes-, Poxviren) II: ssDNA Viren (z.b. Parvoviren) III: dsRNA Viren (z.b. Rotaviren) IV: (+)ssRNA Viren (z.b. Picorna-, Togaviren) V: (-)ssRNA Viren (z.b. Rhabodo-, Influenzaviren) VI: ssRNA RT-Viren (Retroviren) VII: dsDNA RT-Viren (Hepadnaviren) aus Flint et al. 2004, Principles of Virology RNA Replikation und Transkription Genom mit mRNA-Polarität Protein Proteinbiosynthese direkt vom Genom möglich (+) RNA Viren + vRNA RNA-abhängige RNA-Polymerase (-) RNA Viren RNA-abhängige RNA-Polymerase mRNA Genom komplementär zur mRNA Protein Transkription von mRNAs essentiell für Proteinbiosynthese Klassifizierung von animalen RNA-Viren aus Flint et al. 2004, Principles of Virology Negativ-Strang RNA Viren (NSV) • genomische RNA negativer Polarität • Kapsidsymmetrie: immer helikal (Ribonukleoprotein-Komplex) • immer behüllt • RNA-abhängige RNA Polymerase im Virion • Genom: segmentiert (Ortho-, Arena und Bunyaviren) nicht segmentiert (Ordnung Mononegavirales) • Genomorganisation bei nicht segmentierten NegativStrang RNA Viren (NNSV) konserviert NSV infizieren unterschiedlichste Wirtsorganismen Invertebraten Vertebraten Arthropode-borne Virus: Vesicular Stomatitis Virus (VSV; Rhabdoviridae) Pflanzen Nichtsegmentierte Negativ-Strang RNA-Viren (Mononegavirales) Ordnung Familie Unterfamilie Gattung Vertreter Mononegavirales Bornaviridae Bornavirus Virus der Bornaschen Krankheit Filoviridae Marburg-ähnliche Viren Marburgvirus Ebola-ähnliche Viren Ebolavirus Respirovirus Parainfluenzavirus Typen 1/ 3 Rubulavirus Mumpsvirus Morbillivirus Masernvirus Hendravirus Hendravirus, Nipahvirus Pneumovirus Respiratorisches Synzytialvirus Metapneumovirus Humanes Metapneumovirus Lyssavirus Tollwutvirus (Rabies virus; RABV) Vesiculovirus Vesicular Stomatitis Virus (VSV) Paramyxoviridae Paramyxovirinae Pneumovirinae Rhabdoviridae Pneumovirinae Paramyxovirinae Nichtsegmentierte Negativ-Strang RNA-Viren (Mononegavirales) Ordnung Familie Unterfamilie Gattung Vertreter Mononegavirales Bornaviridae Bornavirus Virus der Bornaschen Krankheit Filoviridae Marburg-ähnliche Viren Marburgvirus Ebola-ähnliche Viren Ebolavirus Respirovirus Parainfluenzavirus Typen 1/ 3 Rubulavirus Mumpsvirus Morbillivirus Masernvirus Hendravirus Hendravirus, Nipahvirus Pneumovirus Respiratorisches Synzytialvirus Metapneumovirus Humanes Metapneumovirus Lyssavirus Tollwutvirus (Rabies virus; RABV) Vesiculovirus Vesicular Stomatitis Virus (VSV) Paramyxoviridae Paramyxovirinae Pneumovirinae Rhabdoviridae Familie Rhabdoviridae: Genera mit wichtigen Vertretern (griech.: rhabdos – Stab) (lateinisch: rabies – Wahnsinn, Tollheit Tollwutvirus, Rabies Virus (RABV) Familie Genus Typ / Species Wirt Vesiculovirus Vesicular Stomatitis Virus (VSV) Vertebraten / Athropoden Lyssavirus Tollwutvirus (Rabies Virus) Vertebraten Ephemovirus Virus des Eintagsfieber Vertebraten / Arthropoden Novirhabdovirus Virus der infektiösen haemapoetischen Nekrose der Forellen (IHNV) Vertebraten Cytorhabdovirus Virus der gelben Salatnekrose Pflanzen Nucleorhabdovirus Potato yellow dwarf virus Pflanzen Rhabdoviridae Lyssaviren - Tollwut und tollwutähnlichen Viren > 40,000 lethal human infections / year ~ 10 000 000 humans / year receive Post Exposure Prophylaxe (PEP) LYSSA was the goddess or daimona (spirit) of rage, fury, raging madness, frenzy, and, in animals, of the madness of rabies. Museum of Fine Arts, Boston, Massachusetts, USA Tollwut (Rabies) Ausbreitung über Nervensystem: Augen, Speicheldrüse, Haut u.a. Organe Infektion Rückenmark, Hirnstamm, Cerebellum und andere Hirnregionen Transport im Rückenmark Replikation in Spinalganglien Virion gelangt in das periphere Nervensystem (Replikation im Muskel?) Virus Inokulation (Biß/Kratzer) Tollwut - Rabies Inkubationszeit: 2 bis 7 Wochen (Monate-Jahre) Symptome: Kopfschmerz, Gelenksteife, Fieber, Hyperaktivität, Konvulsion, Hyperventilation, Lähmungserscheinungen, Hydrophobie, Aerophobie, Schluckkrämpfe, Speichelfluß,Verwirrtheit, bei 20% sog. „stille Wut“, Lähmung, Koma, Tod durch Atemstillstand Pathogenese: Infektion von peripheren Nerven Retrograder axonaler Transport ins ZNS ( ~ 20 mm/d) Replikation v.a. im Ammonshorn, Hippocampus, Hirnstamm Enzephalitis, Myelitis, Zerstörung von Neuronen spät: Axonal in Augen, Speichel- Hautdrüsen Prophylaxe: Vakzinierung expositionsgefährdete Personen mit inaktiviertem Virus (i.m. 0, 7, 21 d), Waldarbeiter, Laborpersonal, Reise (Indien, Thailand, Indonesien) PostexpositionsProphylaxe (PEP): aktive Immunisierung + passive Immunisierung wichtig: so frühzeitig wie möglich! indiziert: Kontakt mit tollwutverdächtigem Tier (Tier beibringen!!) Kontakt mit Inhalt von Fuchs-Impfstoffködern Louis Pasteur (1885) Tierpassagen: virus fixe Rückenmark infizierter Tiere Inaktivierung durch Trocknung? Joseph Meister Humane Impfstoffe heute: b-Propiolacton-inaktiviertes Zellkulturvirus Orale Immunisierung der Überträger Köder mit Lebendimpfstoff: • Attenuierte Rabies Viren • Rekombinante Vaccinia Viren mit Tollwutvirus G Gen Krankheitsverlauf und Post-Exposure-Prophylaxe from: Rupprecht and Slate (2012): Rabies Prevention and Control: Advances and Challenges; in Rhabdoviruses: Molecular Taxonomie, Evolution, Genomics, Ecology, Host-Vector Interactions, Cytopathology and Control, Caister Academic Press Tollwut ist weltweit verbreitet, kann aber durch Impfungen bekämpft werden presence of rabies „rabies free“ in terrestrial animals „rabies free“ in terrestrial animals and bats Deutschland mittlerweile frei von terrestrischer Tollwut müsste grün sein Der Erfolg von Wildtierimmunisierungen hängt stark vom Wirtsreservoir ab. Polarfuchs Polarfuchs Marderhund Waschbär Polar Fox Rotfuchs Rotfuchs Rotfuchs Skunk Kojote Hund Hund Hyäne Fledermaus Mungo Hund Grafuchs Mungo Graufuchs Hund Hund Deutschland gilt seit April 2008 als tollwutfrei: 1980: 1991: 1995: 2001: 2004: 6800 Fälle 3500 Falle 855 Fälle 50 Fälle 12 Fälle seit dem 2.Quartal 2006: in Deutschland keine Fälle von Tollwut bei Wild- oder Haustieren aber: 2005 – 2007 insgesamt 32 Fledermaustollwutfälle sogar: Entdeckung einer neuen Lyssavirus Spezies in Fledermäusen (Bokeloh Bat Lyssavirus; BBLV) Weltweite Verbreitung von Fledermaus-Lyssaviren EBLV-1, EBLV-2, BBLV, WCBV ARV, KUV, IKV RABV LBV, DUVV, SHIBV ABLV Rhabdoviridae – Genus Lyssavirus Virusspezies Serotyp Genotyp Reservoir RABV (klassische Tollwut) I I terrestrische Säugetiere, Chiroptera Lagos Bat Virus II II Chiroptera Mokola Virus III III vermtl. Chiroptera Duvenhage IV IV Chiroptera EBLV 1 V Chiroptera EBLV 2 VI Chiroptera Australian Bat Lyssavirus Aravan virus Kuhjand virus Irkut virus West Caucasian virus Shimoni Bat Lyssavirus Bokeloh Bat Lyssavirus VII Chiroptera Chiroptera Chiroptera Chiroptera Chiroptera Chiroptera Chiroptera Stammen Lyssaviren von Insektenviren ab? Anpassung an Fledermaus-Wirt Fledermaus-Lyssavirus InsektenRhabdoviren insektivore Fledermäuse terrestrische Säuger • Tollwut weltweit verbreitet • Formen: >> Urbane Tollwut (Haustiertollwut) >> Sylvatische Tollwut (Wildtollwut) • auf Nordhalbkugel überwiegt Sylvatische Tollwut Europa u. Asien: v.a. Füchse, Wölfe, Dachse in Westeuropa weitgehend eliminiert (Köderimpfstoffe) Fledermäuse Reservoir für Lyssaviren Europäische Fledermaus Lyssaviren Typen 1 und 2 (EBLV-1/2) Bokeloh Bat Lyssavirus (BBLV) Rhabdovirus Partikel Hüllmembran genomische RNA Matrixprotein M Nukleoprotein N Glykoprotein G large Polymerase L RNP Rhabdovirus Partikel und Genomorganisation (Rabies Virus) 3‘ N P M G L (-)-Strang ssRNA 12 kb RNA; 5 Gene 5‘ Rhabdovirus Zyklus rezeptorvermittelte Endozytose pH-abhängige Membranfusion Replikation im Zytoplasma Assembly an Zytoplasmamembran Rabies Virus Zyklus in Neuronen Rezeptoren: p75NTR NCAM nAChR NCAM: Neural Cell Adhesion Molecule p75NTR: Low-Affinity Nerve Growth Factor Receptor NAChR: Nicotinic acetylcholine receptor Rabies Virus Zyklus in Neuronen Rabies Virus Zyklus in Neuronen Rabies Virus Zyklus in Neuronen • Rezeptorbindung / Internalisation • Retrograder axonaler Transport • Primärtranskription / Virusproteinsynthese • Genomreplikation • Transsynaptische Ausbreitung neuer Virionen Genomorganisation NNSV (Mononegavirales) 1 2 N P 3‘ N C V P M 3‘ N P M 3‘ N P M 3‘ NS1 NS2 M SH G F F HN 2-1 -2 L Pneumovirus, RSV L Paramyxovirinae GP L Filoviridae, Ebola G L Rhabdoviridae Genreihenfolge (N-P-M-G-L) konserviert Rhabdoviren haben “minimales Genom” (VSV, RABV) Akzessorische Proteine bei Paramyxo- und Filoviren Akzessorische Gene von Rhabdoviren from: Dietzgen (2012): Morphology, Genome Organisation, Transcription and Replication of Rhabdoviruses; in Rhabdoviruses: Molecular Taxonomie, Evolution, Genomics, Ecology, Host-Vector Interactions, Cytopathology and Control, Caister Academic Press Rhabdovirus Transkription und Replikation lea lea und 5 mRNAs P L 3‘ gp N P RNP-abhängige RNA Polymerase M N P L 5‘ lea = leader RNA gp = Genompromotor agp = Antigenompromotor G (-) RNP L N P L agp (+) RNP Stop-Start Mechanismus: Termination und Reinitiation an intergenischen Signalsequenzen 1. mRNA Transkription bis (A)7-Sequenz und stoppt 2. Polymerase gleitet vor und zurück (polymerase slippage) poly(A)-tail und Termination 3. Reinitiation und 5‘-Capping an der folgenden TranskriptionsStartsequenz intergenische Sequenz zwischen Stop- und Startsignalen wird nicht transkribiert teilweise Dissoziation der Polymerase vom Template Transkriptionsgradient aus Flint et al. Principles of Virology (2000), ASM Press Rhabdovirus Transkription und Replikation lea lea und 5 mRNAs P L 3‘ gp N P RNP-abhängige RNA Polymerase M N P L 5‘ lea = leader RNA gp = Genompromotor agp = Antigenompromotor G (-) RNP L N P L agp (+) RNP Rhabdovirus Transkription und Replikation • sequentielle Transkription monocistronischer, polyadenylierter mRNAs mit 5’-Cap-Struktur (Stop-Startmechanismus) • Transkriptionsgradient • Virale RNA-Polymerase (P/L) ist sowohl Transkriptase als auch Replikase • Ko-replikative Verpackung der neu synthetisierten genomischen RNA (Ribonukleoprotein-Komplex; RNP) • RNP-abhängige Polymerase Relaxed (nicht kondensiertes) RNP Ribonukleoprotein (RNP): Nur das RNP, nicht aber die freie genomische RNA kann von der viralen RNP-abhängigen RNA Polymerase als Matrize für die virale RNA-Synthese Verwendet werden. vs kondensiert Knospung Matrixprotein RNP Kondensierung • RNP abhängige mRNA Transkription • RNP abhängige RNA Replikation der genomischen RNA Rhabdovirus Transkription und Replikation • RNA-Synthese (Replikation und Transkription) am nicht kondensierten, relaxierten RNP • Kondensierung durch Matrixprotein im Zuge der Virusassemblierung “friert”RNPunddamit assoziierte RNP-abhängige RNA Polymerase ein • RNP und Polymerase werden in Virionen verpackt • Infektion neuer Zellen • Freisetzung relaxiertes (M-loses RNP) ins Zytoplasma • Primärtranskription durch RNP-assoziierte Polymerase Polymerase-Template: Ribonukleoprotein (RNP) RNA ist nur als RNP Template für die RNA-Polymerase RNP: RNAse resistente Verpackung der genomischen und antigenomischen Virus RNA durch Nukleoprotein N (9 Basen pro N) stabile Genomstruktur intermolekulare Rekombinationsereignisse unwahrscheinlich Structure of nucleoprotein of VSV: Green et al., Science 2006 Polymerase-Template: Ribonukleoprotein (RNP) Während der RNA-Synthese (Transkription + Replikation) muss die RNA partiell „entpackt“ werden, damit ein komplementärer RNA Strang synthetisiert werden kann Konformationsänderungen im N-Protein Structure of RV nucleoprotein with RNA: Albertini et al., Science 2006 Reverse Genetik Reverse Genetik (reverse genetics) gezielten genetische Veränderung Funktion Klassische Genetik (forward genetics) Veränderung von Merkmalen genetische Basis Gezielte Mutagenese von Rhabdoviren? Probleme? Lösung? Gezielte Mutagenese von Rhabdoviren? genomische RNA nicht infektiös keine direkte Translation der Virusproteine vom RNA-Genom Verpackung des RNA-Genoms in Ribonukleoproteinkomplex (RNP) essentiell für die RNA-Replikation und Transkription Rekombination unwahrscheinlich (homolog od. nicht-homolog) RNP-Struktur des Genoms / RNA-Genom gezielte genetische Manipulation der Genomsequenz nur auf DNA-Ebene möglich Manipulationen auf cDNA (komplementäre DNA) Transkription der genomischen full length RNA Rekonstituierung eines RNPs durch in transKomplementierung mit Proteinen, die für die virale RNPReplikation und mRNA-Synthese essentiell sind Nukleoprotein N koreplikative Verpackung der genomischen RNA Phosphoprotein P Chaperonfunktion für N / Polymerasekofaktor Polymerase L katalytische Untereinheit des RNP-abhängigen RNA-Polymerasekomplexes P/L Manipulation von Rhabdoviren RNA-Genom Targets für Manipulationen: cDNA • Interne Transkriptionssignale • Terminale Promotoren RNA (nicht infektiös!) • Genreihenfolge • Virale Proteine • Fremdgenexpression (Virusvektor) RiboNukleoProtein (RNP) Recovery of NNSV: Reconstitution of RNPs inside a cell N P M G L (+) RNA P L 3‘ gp N (+) FL RNA P M G „illegitimate“ N-encapsidation! N P L (-) RNP L N P L 5‘ agp (+) RNP RNP-like? Fremdgenexpression von Rhabdoviren CAT Aktivitäten in Zellkultur Insertion einer zusätzlichen Transkriptionseinheiten N P M G N P M G L CAT L CAT Aktivitäten in vivo (Mäusehirn) CAT STOP START (Mebatsion et al., 1996) Fremdgenexpression von Rhabdoviren keine homologe Rekombination Insertion einer zusätzlichen Transkriptionseinheiten N P M G N P M G stabile Expression in vitro und in vivo L CAT CAT L Beispiele für Fremdgenexpression von NNSV: Reporter: CAT, luciferase, GFP viral: STOP START HIV gag, env; HCV E1, E2; Flu HA zellulär: IFN, Interleukine, CD4, CXCR4 (Mebatsion et al., 1996) Umhüllte Viren mit negativem ssRNA-Genom (Rhabdoviren) Viren mit segmentierter dsRNA (Reoviren) Klassifizierung von animalen RNA-Viren aus Flint et al. 2004, Principles of Virology RNA Replikation und Transkription Protein (+) RNA viruses + vRNA RNA-abhängige RNA-Polymerase (-) RNA viruses RNA-abhängige RNA-Polymerase mRNA Genom komplementär zur mRNA Protein Transkription von mRNAs essentiell für Proteinbiosynthese dsRNA Viren • Virionen haben keine Hüllmembran (Ausnahme: dsRNA Viren in Bakterien) • • • • meist segmentierte Genome Transkription teilw. in intakten Partikeln Replikation zytoplasmatisch viele Viren infizieren Pilze und niedere Eukaryoten Viren mit doppelsträngigem (ds) RNA-Genom 1. Familie Reoviridae (segmentiert; 10-12) • • • • • • • • • Genus Orthoreovirus (Vertebraten) Genus Orbivirus (Vertebraten) Genus Rotavirus (Vertebraten) Genus Coltivirus (Vertebraten) Genus Aquareovirus (Vertebraten) Genus Cypovirus (Invertebraten) Genus Fijivirus (Pflanzen) Genus Phytoreovirus (Pflanzen) Genus Oryzavirus (Pflanzen) 3. Familie Totiviridae (nicht segmentiert) 1.Genus Totivirus (Pilze) 2.Genus Giardiavirus (Protozoa) 3.Genus Leishmaniavirus (Protozoa) 4. Familie Partitiviridae (segmentiert) 1.Genus Partitivirus (Pilze) 2.Genus Chrysovirus (Pilze) 3.Genus Alphacryptovirus (Pilze) 4.Genus Betacryptovirus (Pilze) 5. Familie Hypoviridae (segmentiert) 1.Genus Hypovirus (Pilze) 2. Familie Birnaviridae (segmentiert; 2-3) 1. • • Genus Aquabirnavirus (Vertebraten) Genus Avibirnavirus (Vertebraten) Genus Entomobirnavirus (Invertebraten) 6. Familie Cystoviridae (segmentiert, umhüllt) 1.Genus Cystovirus (Bacteria) Familie Reoviridae Genus Segmente Wirt Vector Orthoreovirus 10 Mammals None Orbivirus 11 Mammals Mosquitoes, flies Rotavirus 11 Mammals None Coltivirus 12 Mammals Ticks Seadornavirus 12 Mammals Ticks Aquareovirus 11 Fish None Idnoreovirus 10 Mammals None Cypovirus 10 Insect None Fijivirus 10 Plant Planthopper Phytoreovirus 12 Plant Leafhopper Oryzavirus 10 Plant Planthopper Mycoreovirus 11 or 12 Fungi None? Reovirus Erkrankung • REO- Respiratory Enteric Orphan virus • Humane Reoviren oft assoziiert mit respiratorischen Erkrankungen, besonders bei Kindern • Rotavirus (lat. Rota: das Rad): Diarrhöe bei Kindern • Bluetongue virus: Blauzungenkrankheit bei Wiederkäuer, hauptsächlich Schafe Rotaviruses are Major Causes of Diarrhea Rotavirus ranks 6th among the worlds global killers • schwere Gastroenteritis Vermehrung in Dünndarmzotten Nekrosen Malabsorption • 3 humane Stämme • entdeckt 1973 in Menschen • Transmission: fäkal-oral • jährlich 125 Millionen Diarrhöe-Fälle weltweit • 20 Millionen Klinikbesuche, 2 Millionen Hospitalisierungen • Bis zu 600 000 Todesfälle jährlich (meist Kinder) • Inkubationszeit: 1 bis 2 Tage • Dauer: 1 Woche • Behandlung: Rehydratation (bes. Kinder) • Impfung von STIKO empfohlen (attenuierter Impfstoff, Schluckimpfung) Gemeldete Rotavirus-Infektionen in Deutschland weltweite Verteilung der Todesfälle ist wie folgt: ( nach Glass et al., Nat Med 1997;3:p10-11) Blauzungenvirus (Bluetongue Virus) • • • • • • • Familie Reoviridae, Genus Orbivirus 24 Serotypen weltweit nicht kontagiös Insect-borne Viruskrankheit Wiederkäuer: Hauptwirt: Schafe andere: Rind, Ziege, Rehe bei Schafen: Morbidität bis zu 100% Mortalität 0 – 50% Klinische Symptome • Schleimhauterosionen und Geschüre • Zunge – geschwollen, heraushängend – zyanotische = “Blauzunge” • Entzündungen am Klauensaum ( Lahmheit) August 2006: Blauzungenkrankheit (Bluetongue Disease) erstmals in Mitteleuropa (Holland, Belgien) Bis Ende 2006: Nordrhein-Westfalen, Rheinland-Pfalz, Hessen, Saarland Niedersachsen Oktober 2007: 16488 gemeldete Fälle Quelle: FLI Riems Erreger: Bluetongue Virus Serotyp 8 (BTV 8) (bisher nur südlich der Sahara / Mittel- und Südamerika / Pakistan) Überträger: Stechmücken (Gnitzen) der Gattung Culicoides Einschleppung: unklar (illegaler Import infizierter Tiere oder Eintrag infizierter Vektoren, beispielsweise mit Waren oder bei Tiertransporten) Übersicht der Fälle von Blauzungenkrankheit in Deutschland 01.05.08 – 06.03.2009 Quelle: FLI Riems Frühjahr 2008: Impfpflicht (inaktivierter Impfstoff) November 2009: letzter Fall in Deutschland 2010: Aufhebung Impflicht seit 2012 Deutschland offiziell frei von Blauzungenkrankheit Orbivirus: Viruspartikel und dsRNA Genomsegemente Rotavirus: Viruspartikel und dsRNA Genomsegemente Rotavirus VP1 (RdRp) VP2 (IK) VP3 (IK) VP4 (AK) VP5 (AK) VP8 (AK) NSP1 VP6 (MK) NSP3 NSP2 VP7 (AK) NSP4 NSP5 NSP6 `5‘-GGCA/UA/UUA/UAA/UA/U--- ---A/UUG/UU/GG/UA/GCC-3‘ Zelle Zytoplasma ZK • wichtige Vertreter der Reoviridae: Rotavirus Blauzungenvirus • Virion: mehrschichtige Proteinhülle • Genomorganisation: 10-12 dsRNA Genomsegmente (22-28 kb Gesamtgenom; Segmente von 0.8-4.5 kb) • jedes Genomsegment enthält individuelle, konservierte Enden, die für die Verpackung je einer Kopie eines Genomsegmentes in Virionen verantwortlich ist • Reassortment bei Doppelinfektion möglich Orthoreovirus: 2 Hüllproteinschichten 1. äußeres Kapsid 2. Core Rotavirus: 3 Hüllproteinschichten Reovirus Entry • Attachment an Rezeptor über s1 • Endozytose • Proteolyse und Umlagerungen in Lysosomen (u.a. Freisetzung von s3) Infektiöse Subvirale Partikel (ISVP) (Membranfusionseigenschaften des µ1Proteins vermutlich vorher maskiert durch Proteinhülle) • Freisetzung des Core in das Zytoplasma Mammalian orthoreovirus 3 structure and genome organization Electron micrograph Infectious subviral particle (ISVP) Virion Core One copy of each dsRNA per particle Core Core turret Core RdRp Methyltransferase, guanylyltransferase Helicase Core NTPase Outer capsid Nonstruct. Membrane penetration Outer Core Non- Outer capsid struct. capsid Attachment Assembly? Subcellular localization Modified from Flint et al., Principles of Virology 2nd Ed., ASM Press dsRNA 1 dsRNA 2 dsRNA 3 dsRNA 4 dsRNA 5 dsRNA 6 dsRNA 7 dsRNA 8 dsRNA 9 dsRNA 10 Reoviruses contain exactly one segment of each of the 10-12 segments of dsRNA that constitute the viral genome, encapsidated in a single complex virus particle comprised of 6-8 proteins Modified From Alan Cann by BIH mRNAs are likely transcribed at the transcription complexes at each of 12 vertices of the icosahedral particles Modified From Alan Cann by BIH Capped, methylated mRNAs are transcribed by reovirus core particles Modified From Alan Cann by BIH ReovirusEntry / Transkription / Replikation • proteolytische Prozessierung des äußeren Kapsids: Infectious subviral particle (ISVP) • kein Uncoating, Genomsegmente verbleiben im Core • mRNA = (+)-Strang der dsRNA Helix; 5’-Cap; nicht polyadenyliert • Replikation, 5’-Capping und mRNA-Transkription innerhalb der Core-Partikel • Wichtige Studien mit Reoviren: – Entdeckung des mRNA-Cappings (Aaron Shatkin) – Translationsinitiation (Marilyn Kozak) Viren mit doppelsträngigem (ds) RNA-Genom 1. Familie Reoviridae (segmentiert; 10-12) • • • • • • • • Genus Orthoreovirus (Vertebraten) Genus Orbivirus (Vertebraten) Genus Rotavirus (Vertebraten) Genus Coltivirus (Vertebraten) Genus Aquareovirus (Vertebraten) Genus Cypovirus (Invertebraten) Genus Fijivirus (Pflanzen) Genus Phytoreovirus (Pflanzen) Genus Oryzavirus (Pflanzen) 3. Familie Totiviridae (nicht segmentiert) 1.Genus Totivirus (Pilze) 2.Genus Giardiavirus (Protozoa) 3.Genus Leishmaniavirus (Protozoa) 4. Familie Partitiviridae (segmentiert) 1.Genus Partitivirus (Pilze) 2.Genus Chrysovirus (Pilze) 3.Genus Alphacryptovirus (Pilze) 4.Genus Betacryptovirus (Pilze) 5. Familie Hypoviridae (segmentiert) 1.Genus Hypovirus (Pilze) 2. Familie Birnaviridae (segmentiert; 2-3) 1. • • Genus Aquabirnavirus (Vertebraten) Genus Avibirnavirus (Vertebraten) Genus Entomobirnavirus (Invertebraten) 6. Familie Cystoviridae (segmentiert, umhüllt) 1.Genus Cystovirus (Bacteria) Familie Birnaviridae 1.Genus Aquabirnavirus Virus der infektiösen Pankreasnekrose der Salmoniden Aalvirus Yellowtail Ascites Virus 2.Genus Avibirnavirus (Vertebraten) Virus der infektiösen Bursitis 3. Genus Entomobirnavirus (Invertebraten) Drosophila X-Virus Infektiöse Bursitis (IBD) Harderian gland Thymus Gut tonsilles Spleen • IB ist eine hoch kontaktiöse Erkrankung Bursa Fabricii Bone marrow • IB ist eine immunsuppressive Erkrankung junger Küken (hämorrhagische Inflammation der Bursa fabricii, Enteritis, Blutungen in der Muskulatur) • IB wird durch das Infectious Bursal Disease Virus (IBDV) verursacht . • Die Bursa Fabricii ist das Organ, dass die stärksten morphologischen Veränderungen erfährt (primäres lymphatisches Organ Differenzierung von T- und B-Lymphozyten) Genomorganisation Birnaviridae Birna = Bi RNA = zwei Genomsegmente Segment A 5‘-NKR VP5 VP2 - VP4 - VP3 3‘-NKR Segment B 5‘-NKR VP1 3‘-NKR Segment A VP5 Polyprotein ? 1. Cleavage by VP4 pVP2 VP4 VP3 2. Cleavage by ? VP2c VP2 VP4 VP3 Strukturprotein Protease Strukturprotein Segment B VP1 RNA-abhängige RNA-Polymerase
