Todesrezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie
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Molekulare Mechanismen der pro-apoptotischen Kooperation zwischen TNF-R1 und NichtTodesrezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie Von der Fakultät Geo- und Biowissenschaften der Universität Stuttgart zur Erlangung der Würde eines Doktors der Naturwissenschaften (Dr. rer. nat.) genehmigte Dissertation vorgelegt von Mariola Fotin-Mleczek aus Ruda Hauptberichter: Prof. Dr. Peter Scheurich Mitberichter: PD Dr. Harald Wajant Tag der mündlichen Prüfung: 27. November 2002 Institut für Zellbiologie und Immunologie der Universität Stuttgart 2002 Meiner Familie Mietek, Agata und Michael 3 Inhaltsverzeichnis Verwendete Abkürzungen............................................................................... 6 Zusammenfassung .......................................................................................... 9 1 Einleitung................................................................................................. 14 1.1 Der Tumor Nekrose Faktor .......................................................................... 14 1.1.1 Allgemeine Einführung ........................................................................ 14 1.1.2 Gen- und Proteinstruktur ..................................................................... 15 1.2 Die TNF-Zytokin-Familie .............................................................................. 16 1.3 Die TNF-Rezeptor-Superfamilie................................................................... 18 1.3.1 1.4 2 Die zwei TNF-Rezeptoren ................................................................... 19 TNF-Rezeptor-assoziierte Proteine.............................................................. 20 1.4.1 Die TRAF-Proteine.............................................................................. 20 1.4.2 Die Death Domain-Proteine ................................................................ 23 1.5 Intrazelluläre Signalwege des TNF-R1 ........................................................ 24 1.6 Fragestellung und Zielsetzung der Arbeit..................................................... 27 Material und Methoden ........................................................................... 28 2.1 Reagenzien.................................................................................................. 28 2.1.1 Chemikalien und Reagenzien ............................................................. 28 2.1.2 Lösungen und Puffer........................................................................... 29 2.1.3 Antikörper............................................................................................ 29 2.1.4 Expressionsvektoren und Vektorkonstrukte ........................................ 30 2.1.5 Zell-Linien............................................................................................ 31 2.2 Experimentalmethoden ................................................................................ 31 2.2.1 Kultivierung eukaryontischer Zellen .................................................... 31 2.2.2 Elektroporation eukaryontischer Zellen ............................................... 32 2.2.3 pH3 Behandlung ................................................................................. 32 2.2.4 Interleukin-6 ELISA ............................................................................. 32 2.2.5 Transienter Reportergen-Assay zur Bestimmung der Aktivierung des Transkriptionsfaktors NF-κB................................................................ 33 2.2.6 Zytotoxizitäts-Assays........................................................................... 34 4 2.2.7 SDS-PAGE.......................................................................................... 34 2.2.8 Western Blot........................................................................................ 35 2.2.9 Caspase Assay ................................................................................... 36 2.2.10 Gelfiltrationschromatographie ............................................................. 36 2.2.11 Immunofärbung und Fixierung von Zellen für die konfokale Laserscanning-Mikroskopie................................................................. 37 2.2.12 Analyse von lebenden Zellen am konfokalen Laserscanning-Mikroskop ............................................................................................................ 38 3 Ergebnisse............................................................................................... 39 3.1 Molekulare Mechanismen der pro-apoptotischen Kooperation zwischen TNFR1 und Nicht-Todesrezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie .......................... 39 3.1.1 Ein TNF Puls ist ausreichend, um die TNF-R1-vermittelte Geninduktion zu stimulieren, ist aber nicht hinreichend für die Induktion von Apoptose ............................................................................................................ 39 3.1.2 Vor- und Kostimulation von TNF-R2 beeinflussen differentiell TNF-R1vermittelte Signalwege ........................................................................ 41 3.1.3 TNF-R2 Stimulation moduliert zeitabhängig TNF-R1-induzierte Signalwege.......................................................................................... 43 3.1.4 Die TNF-R1-abhängige Aktivierung von Caspase-3 und Caspase-8 wird durch Vor- und Kostimulation des TNF-R2 verstärkt........................... 44 3.1.5 Kostimulation der TRAF2-bindenden Rezeptoren CD30 und CD40 verstärkt die TNF-R1-vermittelte Apoptose ......................................... 45 3.1.6 Stimulation des TNF-R2 führt zu TRAF2 Depletion aus der Triton100löslichen Fraktion ................................................................................ 47 3.1.7 Stimulation von TNF-R2 und CD40 führt zur TRAF2-GFP-Rekrutierung vom Zytoplasma an die Membran ....................................................... 49 3.1.8 Die Rekrutierung von TRAF2-GFP an den CD40 erfolgt Ligandenabhängig ............................................................................................. 50 3.1.9 TRAF2 vermittelt die Rekrutierung von cIAP1, cIAP2 und TRAF1 an CD40 ................................................................................................... 51 3.1.10 TRAF2 spielt eine Schlüsselrolle in der pro-apoptotischen Kooperation zwischen TNF-R1 und TNF-R2 ........................................................... 53 3.2 Analysen zur Rezeptor-Ligand Interaktion in Zell-Zell-Kontakten ................ 54 3.2.1 In Zell-Zell-Kontakten bilden CD40 und CD40L Superaggregate........ 54 5 3.2.2 Rezeptor-Ligand-Komplexe entstehen innerhalb von 30 Minuten nach dem Zustandekommen eines Zell-Zell-Kontakts ................................. 56 3.2.3 In Zell-Zell-Kontakten bilden TNF-R2 und membranständiges TNF Superaggregate .................................................................................. 57 3.2.4 Innerhalb einer Zell-Zell-Kontaktfläche sind TNF-R2/memTNF- und CD40/CD40L- Komplexe getrennt....................................................... 58 3.2.5 Die Diffusionsrate von CD40 wird durch die Komplexbildung mit seinem Liganden stark erniedrigt..................................................................... 61 3.2.6 In Kokulturen sind die CD40/CD40L-Aggregate für mehrere Stunden stabil.................................................................................................... 63 3.2.7 TRAF2 wird in die TNF-R2/memTNF- Aggregate rekrutiert. ............... 64 3.2.8 Die Stimulation mit löslichem CD40L führt zur Internalisierung des Rezeptors und seinem Abbau innerhalb von 3h.................................. 66 4 Diskussion ............................................................................................... 68 5 Literaturverzeichnis ................................................................................ 76 6 Verwendete Abkürzungen ADAM a disintegrin and metalloproteinase Ak Antikörper AP-1 activating protein-1 AS Aminosäure ATAR another TRAF-associated receptor (=HVEM,TR2) BIR Bacculovirus IAP repeat Casper caspase-eight-related protein (=I-FLICE, FLIME-1, c-FLIP, MRIT, CASH, Clarp) CD cluster of differentiation DcR1 decoy receptor 1 (=TRAIl-R3, TRID) DcR2 decoy receptor 2 (=TRAIL-R4) DD death domain DED death effector domain DISC death-inducing signaling complex DNA Desoxyribonukleinsäure DR3 death receptor 3 (=Apo3, TRAMP, WSL-1,LARD) DR4 death receptor 4 (=TRAIL-R1) DR5 death receptor 5 (=TRAIL-R2, TRICK2, KILLER) DTT Dithiothreitol ECFP enhanced cyan fluorescent protein EGFP enhanced green fluorescent protein ELISA enzyme linked immunoassay EYFP enhanced yellow fluorescent protein FADD Fas-associating death domain protein (=MORT1) FITC Fluoresceinisothiocyanat FLICE FADD-like ICE hiFCS Hitze-inaktiviertes fetales Kälber-Serum 7 hu human IAP inhibitor of apoptosis protein I-TRAF TRAF interacting protein (=TANK) ICE Interleukin-1β-converting enzyme IgG Immunglobulin G IKK α, β IκB Kinase α, β IκB inhibitor of κB JNK c-Jun N-terminal kinase (=SAPK, stress activated protein kinase) kDa Kilo-Dalton LIGHT homologous to lymphotoxins, binds to HVEM, a receptor on Tlymphocytes LT lymphotoxin LTβR lymphotoxin-β receptor MACH MORT1-associated CED-3 homologue (=FLICE, caspase-8) mAk monoklonaler Antikörper MAPK mitogen-activated protein kinase MORT1 mediator of receptor-induced toxicity (=FADD) mTNF/sTNF membranständiges / lösliches TNF NBT 4-Nitrotetrazoliumchloridblau NF-κB nucear factor -κB NIK NF-κB-inducing kinase NPP p-Nitrophenylphosphat OD optische Dichte PLAD pre-ligand-binding assembly domain PBS Phosphat-gepufferte Saline RAIDD RIP-associated ICH-1/CED-3-homologous protein with death domain (=CRADD) RANK receptor activator of NF-κB 8 RANK-L RANK ligand (TRANCE) RIP receptor interacting protein rpm revolutions per minute SDS Natriumdodecylsulfat SEM standard error of mean (=Standardabweichung) SODD silencer of death domain TANK TRAF family member associated NF-κB activator (=I-TRAF) TNF Tumor-Nekrose-Faktor TNF-R1 (-2) TNF-Rezeptor 1 (-2) TRADD TNF-R1-associated death domain protein TRAF TNF receptor associated factor TRAIL TNF-related apoptosis-inducing ligand (=Apo2L) TRAIL-R1 TRAIL receptor 1 (=DR4) TRAIL-R2 TRAIL receptor 2 (=DR5, TRICK2, KILLER) TRAIL-R3 TRAIL receptor 3 (=DcR1, TRID) TRAIL-R4 TRAIL receptor 4 (=DcR2) TRAMP TNF receptor-related apoptosis-mediating protein (DR3, Apo3, WSL-1, LARD) TRANCE TNF-related activation-induced cytokine (=RANK-L) TRID TRAIL receptor without an intracellular domain (=TRAIL-R3, DcR1) TRIP TRAF interacting protein TWEAK TNF related, weak ability to induce apoptosis üN über Nacht zVAD-fmk N-benzyloxycarbonyl-Val-Ala-Asp-fluoromethyl-Keton 9 Zusammenfassung Ziel der vorliegenden Arbeit war es, die molekularen Mechanismen der apoptotischen Kooperation zwischen dem Todesrezeptor TNF-R1 und den Nicht-Todesrezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie, insbesondere dem TNF-R2, aufzuklären. Es wurde hier gezeigt, dass die Art der zellulären Antwort, die vom TNF-R1 ausgeht, stark von der Dauer der TNF-Stimulation abhängen kann. So reicht ein TNF-Puls aus um den Transkriptionsfaktor NF-κB zu aktivieren, ist aber nicht hinreichend, um die apoptotische Zellmaschinerie in Gang zu setzen. Die Ko- und Vorstimulation des TNF-R2 konnten die TNF-vermittelte Apoptose-Induktion erhöhen und beschleunigen. Die Verstärkung der Apoptose korrelierte dabei mit der Zeitkinetik der TNF-R2-induzierten TRAF2-Depletion. Eine TNF-R2-Stimulation von 6 Stunden führte zu einer fast vollständigen Depletion von TRAF2 aus dem Zytoplasma, verstärkte den TNF-R1-vermittelten Zelltod dramatisch und inhibierte gleichzeitig die TNF-R1-induzierte NF-κB-Aktivierung zu 90%. Wurden die beiden TNF-Rezeptoren gleichzeitig aktiviert, so konnte noch immer eine beträchtliche Verstärkung der TNFR1-induzierter Apoptose beobachtet werden, während die TNF-R1-vermittelte NFκB-Aktivierung unbeeinflusst blieb. Mit Hilfe von der konfokalen Laserscanning-Mikroskopie konnte nachgewiesen werden, dass die Stimulation der Nicht-Todesrezeptoren CD40 und TNF-R2 zur TRAF2-abhängigen Rekrutierung der anti-apoptotischen Moleküle cIAP1 und cIAP2 an die Rezeptoren führte. Dies zeigt, dass der TNF-R1 und die NichtTodesrezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie nicht nur um TRAF2 sondern auch um die mit TRAF2 assoziierten Schutzproteine kompetieren können. Diese Kompetition bildet den Kern des Modells zur apoptotischen Kooperation der beiden TNFRezeptoren. Demnach kann die Stimulation des TNF-R2 die TNF-R1-induzierte Apoptose auf zwei Ebenen verstärken: über die Inhibierung der NF-κB-abhängigen Induktion von Schutzproteinen und durch die Inhibition ihrer Schutzwirkung auf der post-transkriptionellen Ebene durch Kompetition. In beiden Fällen wird die Ausbildung eines Caspase-8-aktivierenden TNF-R1-Signalkomplexes ermöglicht. In vivo werden die Rezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie auch durch membranständige Liganden aktiviert. Daher wurden im zweiten Abschnitt dieser Arbeit die Interaktionen zwischen TNF-R2, CD40 und ihren membranständigen Liganden analysiert. Unter Anwendung der Laser-Scanning-Mikroskopie und von 10 Kokulturen konnte demonstriert werden, dass in Zell-Zell-Kontakten die Rezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie mit ihren membranständigen Liganden Superaggregate bilden. Diese Aggregate entstehen innerhalb von 30 Minuten nach dem Zusammentreffen zweier Zellen, von denen eine den Rezeptor und die andere den membranständigen Ligand exprimiert. Die Rezeptor-Ligand-Superaggregate bleiben über mehrere Stunden stabil, wobei sich ihre Form und Lage stets verändern. Im Weiterem wurde beobachtet, dass die Rezeptor-Ligand-Superaggregate signalfähige Rezeptor-Komplexe enthalten. So wurde z.B. TRAF2 in die TNF-R2/memTNFAggregate rekrutiert. Wurde der CD40 mit einem löslichen CD40-Ligand stimuliert, so wurde die Internalisierung und möglicherweise der Abbau des Rezeptors beobachtet, nicht jedoch nach der Stimulation mit dem membranständigen Ligand. Dies deutet darauf hin, dass sich die Qualität der Bindung zwischen dem Rezeptor und seinem membranständigen Liganden wesentlich von der Interaktion des Rezeptors mit den löslichen Reagenzien unterscheidet. 11 Summary The tumor necrosis factor (TNF) receptor family includes two groups of proteins: the death domain receptors and non-death domain receptors. TNF-R1, in contrast to TNF-R2, contains a death domain and is capable to induce apoptosis. Stimulation of TNF-R2 selectively enhances apoptosis induced by TNF-R1. The aim of this work was to explain the molecular mechanisms of this apoptotic crosstalk between TNFR1 and non-death domain receptors of TNF receptor family. In response to TNF, TNF-R1 can activate different signaling pathways, leading either to induction of cell death or to activation of nuclear factors NF-κB and c-jun. Here it has been shown that TNF-R1-induced responses depend on the duration of TNF stimulation. A TNF pulse is sufficient for the activation of NF-κB, but it is insufficient for the induction of apoptosis. Co- and prestimulation of TNF-R2 effectively enhances TNF-R1-induced cell death. This selective enhancement of TNF-R1-induced apoptosis correlates with the kinetics of TNF-R2-induced TRAF2 depletion from the cytoplasm. Selective prestimulation of TNF-R2 for six hours results in the near to total depletion of TRAF2 from the cytoplasm. As a consequence, the induction of NF-κBdependent anti-apoptotic factors was inhibited up to 90% and the cells were dramatically sensitized for TNF-R1-induced apoptosis. When both TNF receptors were stimulated simultaneously, TNF-R1-induced NF-κB activation remained unaffected but TNF-R1-induced cell death was still significantly enhanced. Compared with FasL-induced apoptosis, TNF-R1-induced activation of caspase-8 was clearly weaker and delayed. Costimulation or prestimulation of TNF-R2 enhances TNF-R1mediated caspase-8 processing. Life cell imaging and confocal microscopy revealed that TNF-R2 and CD40 recruited the anti-apoptotic factors cIAP1 and cIAP2 in a TRAF2-dependent manner. This indicates that TNF-R2 and CD40 compete with TNF-R1 for the recruitment of TRAF2 and anti-apoptotic proteins. This competition plays a major role in the postulated model of the apoptotic crosstalk between TNF-R1 and non-death domain receptors of TNF receptor family, that interact with TRAF2 (Fig. 25). Exclusive stimulation of TNF-R1 with soluble TNF immediately activates the NF-κBpathway leading to synthesis of NF-κB-dependent genes. The already existing and newly synthesized anti-apoptotic factors bind to TRAF2 and become recruited into TNF-R1 signaling complex, thereby preventing efficient activation of caspase-8. 12 TNF-R2 prestimulation for several hours leads to TRAF2 depletion from cytoplasm and this has two consequences for TNF-R1 signaling. First, the activation of NF-κB is inhibited and therefore the synthesis of NF-κB-dependent genes is reduced. Second, low levels of pre-existing or still reduced levels of induced anti-apoptotic factors cannot work properly because they need TRAF2 support to be recruited to TNF-R1. Reduced NF-κB activation and impaired formation of TRAF2/TRAF1/cIAP1/cIAP2 complexes promotes the formation of apoptotic TRADD/FADD/Caspase-8 signaling complex. Caspase-8 becomes efficiently activated and apoptotic program is triggered. The situation changes again when both TNF receptors are stimulated simultaneously. TNF-R1-induced NF-κB activation is not inhibited under these conditions, because this process is clearly faster compared to TRAF2 depletion. TNF-R1 activation leads to normal production of anti-apoptotic factors. However, the biosynthesis of these factors needs time and during this time TRAF2 can be depleted/degradated by TNFR2. Although anti-apoptotic proteins are produced, they cannot work properly, because their action at the post-transcriptional level requires TRAF2. Formation of apoptotic TNF-R1 signaling complexes is possible. As a consequence, cells are sensitized for TNF-R1-induced apoptosis, but the enhancement of apoptosis compared with the response after prestimulation is significantly weaker. TNF, similar to other proteins of TNF ligand family, occurs in two bioactive forms. Its membrane-bound form (memTNF) activates TNF-R1 and TNF-R2, whereas its proteolytically processed soluble form (sTNF) predominantly stimulates TNF-R1. Using confocal laser scanning microscopy it has been shown that TNF-R2 and CD40 form large aggregates with their corresponding membrane-bound ligands in cell-cell contacts. Receptor/ligand aggregates develop within 30 minutes after the induction. Induction means that cells express either receptor or membrane-bound corresponding ligand are joined together. These receptor/ligand aggregates are stable for many hours, however, their form and location change continuously. It could be demonstrated that receptor/ligand aggregates contain signaling competent complexes. Triggering of TNF-R1 with memTNF in cell-cell contacts leads to the recruitment of TRAF2 into receptor/ligand clusters. Stimulation of CD40 with soluble CD40 ligand results in the receptor clustering, internalization and possibly in its degradation. These results suggest that the quality of the interaction between 13 receptor and its membrane-bound ligand differs from the binding between receptor and soluble reagents. Einleitung 14 1 Einleitung 1.1 Der Tumor Nekrose Faktor 1.1.1 Allgemeine Einführung Der Tumor Nekrose Faktor (TNF) wurde ursprünglich als Serum-Faktor beschrieben, der vom Organismus nach bakteriellen Infektionen gebildet wird und bei Mäusen zur Nekrose bestimmter Tumoren führt (Carswell et al.,1975). Dieser Eigenschaft verdankt TNF seinen Namen. Die antitumorale Wirkung des TNF stellt jedoch nur einen kleinen Teil seines breiten Wirkungsspektrums dar. So besitzt TNF auch immunmodulatorische, proinflammatorische und pathophysiologische Eigenschaften, die dieses Zytokin zu einem zentralen Regulator des Immunsystems machen. TNF wird von vielen verschiedenen Zellen des Immunsystems gebildet, hauptsächlich jedoch von aktivierten Makrophagen und Monozyten, im besonderen nach der Stimulation mit Lipopolysacchariden (Männel et al., 1980; Higuchi et al., 1990). Aber auch andere Zellen wie Endothelzellen, neutrophile Granulozyten und Lymphozyten sind in der Lage, TNF zu produzieren (Cuturi et al., 1987; Sung et al., 1989; Lindemann et al., 1989; Trinchieri, 1992). Die Wirkung von TNF hängt sehr vom Zelltyp ab (Übersicht in: Vassalli 1992; Beutler and Cerami, 1988/89; Grell and Scheurich 1997). So induziert TNF die Produktion verschiedener Zytokine, wie IL-1 (Interleukin-1), IL-6, IL-8, GM-CSF (Granulocyte-Macrophage Colony-Stimulating Factor), IFN-γ (Interferon-γ ) und TNF selbst. Weiterhin reguliert TNF die Expression einer Reihe von Oberflächenantigenen, wie der Humanen-Leukozyten-Antigene (HLA), ICAM (intercellular adhesion molecule), ELAM (endothelial leukocyte adhesion molecule) und VCAM (vascular cell adhesion molecule) (Adolf et al., 1994). Außerdem bewirkt TNF die Proliferation von Thymozyten und B-Zellen (Tartaglia et al., 1991, 1993a; Becker et al., 1990), kann aber auch Differenzierung oder Apoptose in bestimmten Zellen induzieren. So wirkt TNF toxisch auf manche Tumorzell-Linien, wobei bei einigen, für die Induktion der Zytotoxizität die Inhibierung der Proteinsynthese notwendig ist. Dies könnte durch die TNF-induzierte bzw. konstitutive Expression von Schutzproteinen erklärt werden. Zu den Proteinen, denen solche antiapoptotische Eigenschaften zugeschrieben werden, zählen ManganSuperoxid-Dismutase (Wong and Goeddel, 1998; Wong et al., 1998), plasminogen Einleitung 15 activator inhibitor type-2 (Pytel et al., 1990; Kumar and Baglioni, 1991), heat shock protein 27 (hsp27) (Mehlen et al., 1995, 1996), A20 (Dixit et al., 1990; Opipari et al., 1992; Song et al., 1996), c-FLIP/I-FLICE/FLAME-1/Clarp (Irmler et al., 1997; Srinivasula et al., 1997; Inohara et al., 1997; Kreuz et al., 2001), cellular inhibitor of apoptosis proteins cIAP1 (Chu et al., 1997; Roy et al., 1997), cIAP2 (Roy et al., 1997) sowie TNF receptor associated factor (TRAF) 1 und TRAF2 (Wang et al., 1998; Schwenzer et al., 1999). Die pleiotrope TNF-Wirkung auf das Immunsystem erklärt, warum die Fehlregulation der TNF-Expression zu schweren pathogenen Reaktionen führen kann. So wurden in akuten Krankheitsgeschehen wie bakterieller Meningitis, Sepsis-Syndrom, cerebraler Malaria und AIDS erhöhte TNF-Plasmaspiegel nachgewiesen. Es gibt Hinweise, dass der Pathogenese der meisten Autoimmunerkrankungen, wie z.B. rheumatoider Arthritis, Crohn’scher Krankheit und Multipler Sklerose ein primärer Defekt in der Apoptose zu Grunde liegt (Beutler and Bazzoni, 1998). Dieser Defekt kann zur Überproduktion von TNF führen und somit chronische inflammatorische Prozesse in Gang setzen (Eigler et al., 1997). TNF wurde außerdem als pathogener Faktor des Kachexie-Syndroms identifiziert, bei dem es zu einer Disregulation zwischen Proteinsynthese und Proteindegradation führen kann. Das hat wiederum einen progressiven Gewichtverlust, verbunden mit dem Abbau der Lipid- und Proteindepots, zur Folge (Sharma und Anker, 2002). Die aktuellen Therapie-Ansätze dieser Krankheiten basieren demnach auf einer Reihe TNF-neutralisierender Agenzien (Übersicht in Lorenz and Kalden, 2002) 1.1.2 Gen- und Proteinstruktur Das Gen für humanes TNF liegt auf dem kurzen Arm des Chromosoms 6 im Bereich des Haupthistokompatibilitätskomplexes zwischen HLA-DR und HLA-A (Nedwin et al., 1985; Spies et al., 1989). Das TNF-Gen umfasst ca. 3000 bp mit 4 Exons und 3 Introns. Der Promotor des TNF-Gens enthält mehrere Bindungsstellen für verschiedene Transkriptionsfaktoren, unter anderem sechs mögliche Bindestellen für den Transkriptionsfaktor NF-κB (Economou et al., 1989; Goldfeld et al., 1993). Die TNF-mRNA (ca. 1,7 kb) kodiert für ein 26 kDA großes Typ-II-Transmembranprotein, das aus 233 Aminosäuren besteht (Kriegler et al., 1988). Das membranständige Protein kann durch ebenfalls membranständige Metalloproteasen der ADAM (a disintegrin and metalloproteinase)-Familie zwischen AS 76 (Ala) und 77 (Val) zum löslichen Zytokin (17 kDa) prozessiert werden (Perez et al., 1990). Lange Zeit wurde Einleitung 16 angenommen, dass das membranständige TNF (memTNF) ausschließlich ein Vorläufermolekül für den physiologischen Liganden lösliches TNF (sTNF) darstellt. Untersuchungen haben jedoch gezeigt, dass beide TNF-Formen biologisch aktiv sind und dass sie sich durchaus bezüglich ihrer Wirkung unterscheiden. Während lösliches TNF überwiegend über TNF-R1 signalisiert, kann memTNF beide TNFRezeptoren effektiv aktivieren (Grell et al., 1995). Auch auf benachbarten Zellen kann memTNF typische TNF-Antworten wie Zytotoxizität (Perez et al. 1990; Grell et al., 1995) und Aktivierung von B-Lymphozyten (Aversa et al., 1993) induzieren. Studien mit transgenen Tieren haben gezeigt, dass schon allein Überexpression von memTNF zu schweren Gelenkerkrankungen, vergleichbar der rheumatoiden Arthritis im Menschen, führen kann (Keffer et al., 1991). Die Bestimmung des Molekulargewichts (51 kDa) (Aggarwal et al., 1985) sowie Röntgenstrukturanalysen haben gezeigt, dass TNF unter physiologischen Bedingungen stabile, nicht kovalent verknüpfte, kegelförmige Trimere bildet (Smith and Baglioni, 1987; Eck et al., 1988). In Studien mit rekombinanten Rezeptoren wurde bestätigt, dass ein TNF-Trimer drei Rezeptormoleküle binden kann (Loetscher et al., 1991). Für memTNF wurde sogar gezeigt, dass seine Trimerisierung schon im Zytoplasma während des Transports an die Zellmembran stattfindet (Tang et al., 1996). Die dreidimensionale Struktur des biologisch aktiven TNF lässt vermuten, dass eine Aggregation der TNF-Rezeptoren für die Signaltransduktion von großer Bedeutung ist. 1.2 Die TNF-Zytokin-Familie TNF ist das namengebende Mitglied einer stets wachsenden Zytokinfamilie, der zur Zeit 18 Proteine angehören (Locksley et al., 2001). Eine Übersicht der bekanntesten Moleküle der TNF-Liganden-Familie mit ihren korrespondierenden Rezeptoren wurde in Abb. 1 dargestellt. Mit Ausnahme von LTα werden die Liganden als Typ II Transmembranproteine exprimiert (Armitage, 1994). Die meisten Zytokine dieser Familie kommen in zwei Formen vor. Ihre membranständige „Proform“ wird durch Metalloproteasen der ADAM-Familie zu einer löslichen Form prozessiert (Idriss und Naismith, 2000). C D 30 T N F-R 1 TN F-R 2 C D 40 TN F LTα3 DR3 TR AM P W sI A P O -3 LARD DR4 A P O -2 T R A IL -R 1 FAS TR A IL A P O -1 FAS-L T W E AK FAS -L LIG H T TR 6 TR A IL D cR 1 TR A IL T R A IL -R 3 D cR 3 T R ID LID D cR 2 DR5 T R A IL- R 4 T R A IL -R 2 TRUNND T R IC K 2 T R AIL DR6 O X40 gp34 C D 27 C D 70 IL A CD137 4 -1 B B ATA R TR 2 H VE M LT α3 LIG H T G ITR RANK TR1 OPG T R AIL TR AN C E TR A N C E G IT R L Abb. 1: Die Rezeptoren der TNF-Rezeptorfam ilie und ihre Liganden. D ie cyste inreichen S ubdo m ä nen im extrazellulären B e re ich sind in F orm von E llipsen da rg estellt. D ie Tod es-D om ä ne der jew e ilig en R ezeptoren ist in rot dargestellt. D er g ra ue B alken stellt die Ze llm em bran d ar. E in ige R ezeptoren w urden von m ehreren G rupp en gleichzeitig iden tifiziert, tra gen d aher m ehre re N am en. LTßR TN F LT α3 CD154 C D 40-L C D 30-L Einleitung 17 Einleitung 18 Beide Proteinvarianten sind oft, aber nicht immer bioaktiv und durch ihre Autoaggregation nehmen sie die Form eines stabilen, nicht kovalent gebunden Trimers an, was explizit für TNF, LTα und CD40L gezeigt wurde (Jones et al., 1989, Bazan, 1993; Karpusas et al., 1995). Aktivitätsunterschiede zwischen membranständiger und löslicher Form eines Liganden wurden z.B. auch für den FasL und CD40L sowie TRAIL gezeigt. Die AS-Sequenz-Homologie unter den Liganden erstreckt sich vor allen auf die hydrophobe Bereiche, die für die Trimerisierung der Moleküle unerlässlich sind. Die externen Regionen zeigen dagegen kaum Ähnlichkeit in der AS-Sequenz und sind vor allem für die Selektivität der Ligand-RezeptorInteraktion verantwortlich. Bestimmte Liganden und Rezeptoren können aber an mehrere Partner mit jeweils einer hohen Affinität (Kd = 10-9-10-10 M) binden (Idriss und Naismith, 2000). 1.3 Die TNF-Rezeptor-Superfamilie Rezeptoren der TNF-Rezeptor Familie sind Typ I Transmembranproteine. Charakteristisch für alle Mitglieder dieser Familie ist das Vorhandensein von 2 bis 6 Kopien eines cysteinreichen Motivs innerhalb der extrazellulären Domäne. Diese cysteinreichen Domänen (CRD) bestehen jeweils aus ca. 40 Aminosäuren mit 6 hoch konservierten Cysteinen zwischen denen drei Disulfidbrücken ausgebildet sind (Smith et al., 1994). Zumindest einige der Rezeptoren der TNF-Rezeptor Familie autoaggregieren schon in Abwesenheit des Liganden, was zur Bildung von Homomeren führt (Chan et al., 2000; Siegel et al., 2000). So konnte innerhalb der extrazellulären Bereiche des TNF-R1, TNF-R2 und von Fas eine konservierte Domäne identifiziert werden, die Liganden-unabhängig die spezifische Bildung von Rezeptor-Trimeren vermittelt (Papoff et al., 1999; Chan et al., 2000). Diese am NTerminus lokalisierte Domäne wird als PLAD (pre-ligand-binding assembly domain) bezeichnet. Sie ist von der Liganden-Kontakt Domäne (CRD2 und CRD3) verschieden, aber gleichzeitig für die Bindung des Liganden unerlässlich. PLADDeletion in TNF-R1 bzw. TNF-R2 unterbindet komplett die Liganden-Bindung und somit die TNF-induzierte Signaltransduktion (Chan et al., 2000). Studien mit chimären Rezeptoren, in denen die jeweiligen PLADs ausgetausch wurden, zeigen, dass ausschließlich eine homomere Interaktion zwischen den extrazellulären Domänen stattfindet. So konnte bewiesen werden, dass auch extrazelluläre Domänen von TRAIL-Rezeptor 1, CD40 und FAS autoaggregieren, jedoch mit den Einleitung 19 extrazellulären Domänen von heterologen Rezeptoren keine Interaktion eingehen. Die PLAD-vermittelte Autoaggregation der Moleküle scheint eine gemeinsame, konservierte Eigenschaft der TNF-Rezeptor Familie zu sein. 1.3.1 Die zwei TNF-Rezeptoren Für TNF wurden zwei distinkte, homologe Membranrezeptoren identifiziert und kloniert: TNF-R1 und TNF-R2 (Lötscher et al., 1990; Himmler et al., 1990; Schall et al., 1990; Smith et al., 1990). Der Unterschied im Molekulargewicht der beiden Rezeptoren (TNF-R1: 55-60 kDa, TNF-R2: 75-80 kDa) ist hauptsächlich auf die unterschiedliche Glykosylierung zurückzuführen (Pennica et al., 1993; Corti et al., 1995). Das Gen für den TNF-R1 liegt auf dem Chromosom 12p13, während das Gen für den TNF-R2 auf dem Chromosom 1p36 lokalisiert ist (Fuchs et al., 1992; Baker et al., 1991). TNF-R1 wird in vielen Zellen konstitutiv exprimiert. Die TNF-R2Expression wird dagegen durch verschiedene Faktoren reguliert (Adolf et al., 1994). Da die meisten TNF-Antworten über den TNF-R1 vermittelt werden, war die Funktion des TNF-R2 lange unklar. Einige zelluläre Antworten, die nachweislich durch den TNF-R2 vermittelt werden, sind: die Thymozyten- und T-Zell-Proliferation (Tartaglia et al., 1991, 1993b; Vandenabeele et al., 1992, Grell et al., 1998a), die Produktion von GM-CSF (Vandenabeele et al., 1992), die Aktivierung von NF-κB (Rothe et al., 1995b) sowie in manchen Systemen auch die Induktion der Apoptose (Heller et al., 1992; Grell et al., 1993, 1994a, b; Medvedev et al., 1994, Bigda et al., 1994; Zheng et al., 1995). Beide Rezeptoren können lösliches und membranständiges TNF binden, jedoch mit einer unterschiedlichen Affinität. So wurde gezeigt, dass lösliches TNF bei 37°C eine ca. 20x höhere Affinität zu TNF-R1 als zu TNF-R2 besitzt (Grell et al., 1998b). Während der TNF-R1 durch lösliches und membranständiges TNF aktiviert werden kann, wird der TNF-R2 vor allem durch membranständiges TNF aktiviert (Grell et al., 1995). TNF-R2 kann damit insbesondere eine Rolle bei den inflammatorischen Antworten in den Zell-Zell-Kontakten spielen. Noch bis vor kurzem glaubte man, dass die TNF-Rezeptoren keine Enzymaktivitäten besitzen. Neueste Arbeiten zeigen, dass TNF-R1 möglicherweise eine ATPase-Domäne und eine ATPase-Aktivität besitzt, die für die Regulation der Autoaggregation essentiell ist (Miki und Eddy, 2002). Einleitung 20 1.4 TNF-Rezeptor-assoziierte Proteine Die zytoplasmatischen Domänen innerhalb der Mitglieder der TNF-Rezeptor Familie unterscheiden sich sehr stark hinsichtlich ihrer Länge, Funktion und Art der assoziierten Proteine. Die Signaltransduktion erfolgt dabei über zwei Klassen zytoplasmatischer Adapterproteine: über TRAFs (TNF receptor associated factors) und „death domain“ (DD)-Moleküle (Übersicht in Wajant et al., 1999, 2001b; Fesik, 2000 und Inoue et al., 2000). Welche der Adapterproteine an einen Rezeptor rekrutiert werden, hängt davon ab, ob der Rezeptor eine Todesdomäne oder aber TRAF-Bindestellen besitzt. 1.4.1 Die TRAF-Proteine In Säuger-Zellen wurden bis heute sechs verschiedene TRAF-Moleküle identifiziert. Zu den Rezeptoren, die mit Hilfe von TRAF-Proteinen signalisieren, gehören neben den Rezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie auch das Epstein-Barr-Virus-Protein (LMP1) und der Interleukin-1-Rezeptor (IL-1) (Sandberg et al., 1997; Cao et al., 1996). Alle TRAF-Proteine zeigen eine hohe Homologie in einer ca. 230 Aminosären umfassenden Proteinsequenz, der TRAF-Domäne. Die am C-Terminus lokalisierte TRAF-Domäne kann in zwei Subdomänen unterteilt werden (Rothe et al., 1994). Die stark konservierte C-terminale Region (TRAF-C) vermittelt sowohl die Homo- und Heteromerisierung der TRAF-Proteine als auch ihre Interaktion mit den verschiedenen TRAF-bindenden Rezeptoren (Cheng et al., 1995; Hsu et al., 1996a; Takeuchi et al., 1996). Aus der Aminosäuresequenz der weniger stark konservierten N-terminalen Subdomäne (TRAF-N) lassen sich „coiled-coil“-α helikale Strukturen ableiten. Alle TRAF-Proteine, mit Ausnahme von TRAF1, besitzen N-terminal RINGFinger- bzw. Zink-Finger-Domänen. Die RING-Finger Strukturen enthalten ein charakteristisches Muster, das von mehreren Cysteinen und Histidinen gebildet wird. Die Deletion der N-terminalen RING-Domäne führt zur Generation von dominantnegativen (DN) TRAF-Mutanten (Rothe et al., 1995). Die Zink-Finger-Domänen können Protein-DNA- als auch Protein-Protein-Interaktionen vermitteln (Rothe et al., 1994; Mackay and Crossley, 1998). Tabelle 1 gibt einen Überblick über die TRAFRezeptor-Interaktionen. Einleitung 21 T R A F s TRAF1 TRAF2 TRAF3 TRAF4 TRAF5 TRAF6 TNF-R1 TNF-R2 CD27 CD30 + Rezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie CD40 4-1BB OX40 + + LT-βR + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + FAS DR3 DR4 (TRAIL-R1) DR5 (TRAIL-R2) HVEM NGFR RANK BCMA + + + + TACI XEDAR + Troy LMP-1 + + + + + + + + + + + + + + + + + + + IL-R1 Tabelle 1: Interaktionen zwischen TRAF-Proteinen und Rezeptoren (modifiziert nach Arch et al., 1998). Es ist offensichtlich, dass viele Rezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie verschiedene TRAF-Moleküle binden können und dass wiederum ein TRAF-Protein an diverse Rezeptore rekrutiert werden kann. Es wurde keine direkte Interaktion zwischen den TRAFs und den Todesrezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie beschrieben. TRAFProteine können jedoch indirekt an die Todesrezeptore (TNF-R1 und DR3) rekrutiert werden (Hsu et al., 1996a; Chinnaiyan et al., 1966). So vermittelt TRADD die TRAF2Assoziation mit dem TNF-R1. Viele Mutations-Analysen führten zur Identifizierung der TRAF-Bindestellen innerhalb der zytoplasmatischen Domäne der NichttodesRezeptoren. So wurden z.B. für TRAF2 mehrere spezifische Bindestellen beschrieben, die jedoch untereinander heterogen sind. Das Motiv PXQX(T/S) wird Einleitung 22 u.a. in der Sequenz von CD40 (Ishida et al., 1996b), CD30 (Gedrich et al., 1996), EGFR (epidermal growth factor receptor, Miller et al., 1998) und von RANK (receptor activator of NF-κB; Anderson et al., 1997) gefunden. Für CD40 konnte gezeigt werden, dass dieses Motiv nicht nur für die Bindung von TRAF2, sondern auch für TRAF1- und TRAF3-Bindung essentiell ist (Pullen et al., 1998). Weiterhin sind mehrere TRAF2-Bindestellen identifiziert worden, die als zentrales Element zwei nebeneinander auftretende Glutaminsäuren enthalten: VEET in ATAR (Hsu et al., 1997), VEEE in CD30 (Boucher et al., 1997), PIQEE in OX40 (Arch und Thompson, 1998) und VQEE in RANK (Galibert et al., 1998). Offensichtlich besitzen manche Rezeptoren multiple T2-Bindestellen, die an der Bindung des Proteins gleichwertig beteiligt sind (Boucher et al., 1997). Die Rekrutierung von TRAF-Proteinen an die zytoplasmatischen Domänen der Rezeptoren kann zur Aggregation von noch größeren Signalkomplexen führen, die neben den TRAF-Molekülen auch andere TRAF-interagierende Faktoren und Effektorproteine mit einer enzymatischen Aktivität enthalten. So gibt es viele Arbeiten, die eine TRAF-abhängige Aktivierung von zytoplasmatischen Kinasen, insbesondere der mitogen-activated protein kinase (MAPK)-Familie belegen (Reinhard et al., 1997; Song et al., 1997; Lee et al., 1997a). Diese Signalwege führen zur Aktivierung von c-jun N-terminalen Kinase (JNK/SAPK, stress activated protein kinase). Es konnte gezeigt werden, dass die TNF-induzierte JNK-Aktivierung in TRAF2-defizienten Mäusen vollkommen inhibiert wird (Yeh et al., 1997). TRAF-Proteine spielen eine wichtige Rolle bei der Rezeptor-induzierten Aktivierung des NF-κB (Rothe et al., 1995b; Cao et al., 1996; Nakano et al., 1996). So kann eine dominant-negativeTRAF2-Form die TNF-R2-, CD40-, CD30-, 4-1BB- und OX40induzierte NF-κB-Aktivierung inhibieren (Rothe et al., 1994, 1995b; Duckett et al., 1997; Arch und Thompson, 1998). Die Experimente mit TRAF2-defizienten Mäusen zeigen dagegen keine Inhibierung der NF-κB Aktivierung, unabhängig davon welcher der o.g. Rezeptoren stimuliert wird (Lee et al., 1997a; Yeh et al., 1997). Die Herstellung von Knock-Out Mäusen, in denen gleichzeitig die Gene für TRAF2 und TRAF5 deletiert wurden, bestätigte dass TRAF2 und TRAF5 die TNF-induzierte NFκB-Aktivierung vermitteln. So wurde die TNF-induzierte NF-κB-Aktivierung in den embryonalen Fibroblasten aus TRAF2-, TRAF5-defizienten Mäusen inhibiert, bei einer gleichzeitigen Sensitivierung der Zellen gegenüber dem TNF-vermittelten Zelltod (Tada et al., 2001). Einleitung 23 Trotz fehlender Beweise für das Bestehen einer direkten Interaktion zwischen den TRAF-Proteinen und den Todesrezeptoren, wurde z.B. TRAF2 biochemisch als eine Komponente des aktivierten TNF-R1-Komplexes identifiziert (Shu et al., 1996). Die TRAF2-Rekrutierung an den TNF-R1 erfolgt über TRADD (TNF-R1-associated DDcontaining Protein), dass sowohl TNF-R1 und FADD (über die C-terminale Todesdomäne) als auch TRAF2 und TRAF1 (über die N-terminale Region) binden kann (Hsu et al., 1996a). Die TRAF2-TRADD-Interaktion ist sogar viel stärker als die TRAF2-Rezeptor-Interaktionen. Diese hoch affine und spezifische TRADD-TRAF2Interaktion ist entscheidend für die Inhibierung der TNF-R1-induzierten Apoptose (Park et al., 2000). Es gibt eine ganze Reihe von zytoplasmatischen Proteinen, die mit TRAF-Molekülen interagieren und so die TRAF-abhängigen, Rezeptor-induzierten Signalwege (JNK-, NF-κB-Aktivierung; Apoptose) modulieren können. Zu den TRAF2-Bindepartnern zählen u.a.: RIP (Hsu et al., 1996b), FLIP/Casper (Shu et al., 1997); cIAP1,2 (Rothe et al., 1995a; Roy et al., 1997), A20 (Song et al., 1996), TRIP (Lee et al., 1997b), TANK/I-TRAF (Cheng et al., 1996; Rothe et al., 1996), NIK (Song et al., 1997; Malinin et al., 1997), ASK-1 (Nishitoh et al., 1998) and GCK (germinal center kinase, Yuasa et al., 1998). 1.4.2 Die Death Domain-Proteine Es wurden vier Protein-Domänen identifiziert, die über Protein-Protein-Interaktionen am apoptotischen Signalweg beteiligt sind. Dazu gehören die DD (death domain), die DED (death effector domain), die CARD (caspase recruitment domain) und die CIDE (Cell death-inducing DFF45-like effector). Die Todesdomäne wurde zunächst als eine 65 Aminosäuren umfassende C-terminale Region des Fas-Antigens beschrieben, das für die Fas-induzierte Apoptose essentiell ist (Itoh und Nagata, 1993). Tartaglia et al. konnten ebenfalls eine DD am C-Terminus des TNF-R1 identifizieren (1993a). Die dreidimensionale Struktur der Todesdomäne wurde zuerst für die DD des Fas ermittelt (Huang et al., 1996). Demnach besteht die Todesdomäne aus sechs antiparallelen α-Helizes, die eine konservierte Topologie aufweisen. Auf der Oberfläche der Fas-DD befinden sich geladene Aminosäuren, was darauf hindeutet, dass Komplexbildung zwischen den Todesdomänen über elektrostatische Wechselwirkungen erfolgt. Analysen der Struktur von anderen Todesdomänen zeigten eine hohe Ähnlichkeit und unterscheiden sich nur in der Länge oder in der Orientierung der einzelnen Spiralen (Liepinsh et al., 1997; Jeong et al., 1999). Es Einleitung 24 konnte gezeigt werden, dass sowohl die TNF-R1-DD als auch die Fas-DD eine Tendenz zur Autoaggreagation besitzen und dass eine Überexpression dieser Bereiche ausreicht, um die Apoptose zu induzieren (Boldin et al., 1995; Song et al., 1994). Zu den zytoplasmatischen Proteinen, die eine Todesdomäne besitzen und in die TNF-R1-Signaltransduktion involviert sind, gehören: TRADD (TNF-R1-associated death domain protein; Hsu et al., 1996a, Schwandner et al., 1998), FADD/MORT (Fas-associating protein with a novel death domain/mediator of receptor-induced cytotoxicity; Varfolomeev et al., 1996; Schwandner et al., 1998; Berglund et al., 2000); RIP (Kelliher et al., 1998) und MADD (MAP kinase activator with a death domain; Schievella et al., 1997). 1.5 Intrazelluläre Signalwege des TNF-R1 Die TNF-Bindung an den TNF-R1 aktiviert unterschiedliche zelluläre Signalwege (Wajant und Scheurich 2001; Chen und Goeddel, 2002). Die Art der TNF-R1induzierten Antwort wird durch die molekulare Zusammensetzung der an den Rezeptor rekrutierten Multiprotein-Signal-Komplexe bestimmt. Die Stimulation des TNF-R1 kann zur Aktivierung von mindestens zwei Transkriptionsfaktoren führen: NF-κB und c-Jun, die wiederum die Expression von Genen induzieren, die bei vielen biologischen Prozessen wie z.B. Zellwachstum, Zelldifferenzierung, Zelltod, Onkogenese, Entzündung, Immun- und Stress-Antwort eine wichtige Rolle spielen. Ein Übersicht über die TNF-R1-vermittelte Signaltransduktion wurde in der Abb. 2 dargestellt. Der erste Schritt im TNF-R1-induzierten Signalweg ist die Ligand-Bindung und die Dissoziation von SODD (silencer of death domain), das an die Todesdomäne nichtaktivierter Rezeptoren bindet und somit derren Autoaktivierung verhindert (Jiang et al., 1999). Die Ligand-induzierte Aggregation der zytoplasmatischen Domänen des TNF-R1 führt zur Bildung eines Signalkomplexes. Dieser Komplex enthält u.a. die Adapterproteine: TRADD, FADD, TRAF2 und RIP, die die Rekrutierung von weiteren Proteinen, u.a. Enzymen, bewirken können (Hsu et al., 1996a; Hsu et al., 1996b). So kann FADD Caspase-8 in den Komplex rekrutieren. Die aggregierte Caspase-8 wird durch Selbstprozessierung aktiviert und setzt dann die apoptotische ProteasenKaskade in Gang, was zum programmierten Zelltod führt. TRAF2 ist ein Adapterprotein, das mehrere Effektor-Proteine in den TNF-R1-Signalkomplex rekrutieren kann (vgl. 1.4.1). So vermittelt TRAF2 die Rekrutierung des IKK (IκB- Einleitung 25 Kinase)-Komplexes an den TNF-R1 (Devin et al., 2000). Dort werden die Kinasen durch RIP aktiviert, was zu einer Phoshporylierung des Inhibitors IκB, dessen Abbau und letztendlich zur Aktivierung des Transkriptionsfaktors NF-κB führt. Abb. 2. TNF-R1-vermittelte Signalwege. (nach Chen und Goeddel, 2002, Erläuterungen siehe Text). Der IKK-Komplex besteht aus zwei katalytischen Untereinheiten IKKα und IKKβ und einer regulatorischen Untereinheit IKKγ /NEMO (Régnier et al., 1997; DiDonnato et al., 1997; Woronicz et al., 1997). Die Daten aus IKKα defizienten Mäusen legen den Schluss nahe, dass diese Kinase für die TNF-induzierte NF-κB-Aktivierung nicht essentiell ist, sondern vielmehr eine wichtige Rolle in der Morphogenese und in der Differenzierung von epidermalen Keratinozyten spielt (Hu et al., 1999). Andere Arbeiten zeigen, dass IKKα sowohl für die B-Zell-Reifung, für die Entwicklung von sekundären Lymphorganen als auch für die RANKL-induzierte NF-κB-Aktivierung essentiell ist (Kaisho et al., 2001; Senftleben et al., 2001; Cao et al., 2001). Die TNF- Einleitung 26 induzierte NF-κB-Aktivierung ist streng IKKβ-abhängig (Li et al., 1999; Delhase et al., 1999). Die regulatorische Untereinheit IKKγ spielt eine wichtige Rolle in der Aktivierung und Regulation der IKK, ohne direkt an der Phosphorylierung des IκB beteligt zu sein (Yamaoka et al., 1998; Rothwarf et al., 1998). Als weitere Komponenten des IKK Komplexes wurden zwei Chaperone Cdc37 und Hsp90 identifiziert (Chen et al., 2002). Weitere Kinasen, die mit TRAF2 direkt interagieren können, sind u.a. MEKK1 (Shi et al., 1997) und ASK1 (Nishitoh et al., 1998). Unter ihrer Beteiligung werden jeweils die Kinase-Kaskaden initiiert, die zur Aktivierung von JNK und des Transkriptionsfaktors c-Jun führen. Die antiapoptotischen Moleküle cIAP1, cIAP2, TRAF1, deren Expression NF-κBabhängig erfolgt (Wang et al. 1998; Chu et al. 1997; Schwenzer et al., 1999), werden ebenfalls über TRAF2 in den aktivierten TNF-R1-Komplex rekrutiert. Das führt zur Hemmung der TNF-R1-induzierten Caspase-8-Aktivierung (Wang et al., 1998). cIAP1 besitzt eine Ubiquitin-Ligase-Aktivität und kann Auto- bzw. TRAF2-Degradation einleiten (Huang et al., 2000; Yang et al., 2000). Dies ermöglicht cIAP1 unter definierten Umständen proapoptotisch zu wirken. Die durch den TNF-R1-induzierten Signalwege können in komplexer Weise miteinander interagieren. So werden Zellen bei einer Inhibierung des NF-κBSignalweges gegenüber der TNF-induzierten Apoptose sensitiviert. Gleichzeitig wird eine erhöhte JNK-Aktivierung beobachtet. Auch unter den Genprodukten, die über NF-κB und c-Jun induziert werden, findet man solche, die inhibierend auf die beiden Signalwege wirken (Tang et al., 2001). So wird neben der Expression von antiapoptotischen Proteinen auch die Resynthese des IκB über NF-κB induziert (Han und Brasier, 1997; Phillips und Ghosh, 1997; Velasco et al., 1997). Einleitung 27 1.6 Fragestellung und Zielsetzung der Arbeit Frühere Arbeiten haben gezeigt, dass die beiden TNF-Rezeptoren bei der Induktion zytotoxischer Effekte kooperieren (Weiss et al., 1997; Weiss et al., 1998). Ziel dieser Arbeit war, die molekularen Mechanismen dieser Kooperation aufzuklären. Dabei sollten die Abhängigkeit der TNF-R1-induzierten Signalwegen von der TNFExpositionsdauer sowie der Einfluss der TNF-R2-Stimulation auf die TNF-R1induzierte Signaltransduktion untersucht werden. Im Weiteren sollte die Rolle von TRAF2 und Schutzproteinen cIAP1 und cIAP2 in der pro-apoptotischen Kooperation geklärt werden. Material und Methoden 28 2 Material und Methoden 2.1 Reagenzien 2.1.1 Chemikalien und Reagenzien Zellkulturplatten und -flaschen Greiner, Frickenhausen RPMI 1640 Seromed, Berlin FCS Seromed, Berlin Trypsin/EDTA-Lösung Seromed, Berlin HBSS Seromed, Berlin Cycloheximid Sigma, Deisenhofen TEMED Sigma, Deisenhofen IL-6-ELISA-Testkit PharMingen, San Diego, USA Blotting-Papier Whatman 3MM Chr Whatman International, England Nitrozellulose Schleicher und Schuell Protease-Inhibitoren (Coctails Tablets) Boehringer, Mannheim zVAD-fmk Bachem, Heidelberg NBT Carl Roth GmbH&Co., Karlsruhe BCIP Carl Roth GmbH&Co., Karlsruhe Galactolight-Kit Tropix, Bedford, USA Luciferase Assay System Promega, Madison, USA Caspase-3 Substrat (Ac-DEVD-AMC) Alexis Biochemicals, Grünberg Caspase-8 Substrat (Ac-IETD-AMC) Alexis Biochemicals, Grünberg Superdex 200 HR10/30 Säule Pharmacia, Freiburg Zellkulturplatten für konfokale Mikroskopie Mattek Corporation, USA Fluoromount-GTM Southern Biotechnology Associates, Birmingham, USA Bio-Rad Protein Assay Bio-Rad, München Material und Methoden 29 Rekombinantes humanes TNF mit einer spezifischen Aktivität von 2x107 U/mg wurde von I.-M. von Broen, Knoll AG, Ludwigshafen, zur Verfügung gestellt. Rekombinanter humaner CD40L und FasL jeweils mit N-terminalem „Flag-tag” wurden von P. Schneider und J. Tschopp, Universität Lausanne, Schweiz zur Verfügung gestellt. Alle anderen Reagenzien wurden von Sigma, Deisenhofen, bezogen. 2.1.2 Lösungen und Puffer Phosphat gepufferte Saline (PBS) 20 mM Na-Phosphat, 0,7% NaCl, pH 7,2 Elektrophorese-Laufpuffer 0,05 M Tris, 0,38 M Glycin, 0,1% SDS, pH 8,3 2x Probenpuffer (SDS-PAGE) 0,2% (w/v) Bromphenolblau, 0,02 M Tris, 0,002 M EDTA, 2% SDS, 0,04 M DTT, 2,2 M Glycerin, pH 8 Sammelgellösung (SDS-PAGE) 3% Polyacrylamid in 125 mM Tris, 3,75 mM SDS, pH 6,8 Trenngellösung (SDS-PAGE) 12% Polyacrylamid in 375 mM Tris, 3,75 mM SDS, pH 8,8 Blotpuffer 192 mM Glycin, 25 mM Tris, 20% (v/v) Methanol, pH 8,3 AP-Färbepuffer 100 mM Tris, 100 mM NaCl, 5 mM MgCl2, pH 9,5 Solubilisierungspuffer (zytoplasmatische Extrakte) 1% Triton X-100, 20 mM Tris, 1 mm EDTA, 150 mM NaCl, pH 7,5 Solubilisierungspuffer (Total-ZellLysate) 1% Triton X-100, 20 mM Tris, 1 mm EDTA, 150 mM NaCl, 0,5% SDS, 1% Mercaptoethanol, pH 7,5 FPLC-Puffer 300 mm NaCl, 40 mM Tris, 20% (v/v) Glycerol, 0,25% NP-40, pH 7,7 pH 3 Waschpuffer 50 mM Glycin, 125 mM NaCl, pH 3 Lysis-Puffer (Caspase-Assay) 200 mM NaCl, 20 mM Tris, 1% NP-40, pH 7,4 Caspase-Aktivitätspuffer 10 mM HEPES, 220 mM Mannitol, 68 mM Sucrose, 2 mM NaCl, 2,5 mM KH2PO4, 0,5 mM EGTA, 2 mM MgCl2, 5 mM Pyruvat, 0,1 mM PMSF, 1 mM DTT, pH 7,4 2.1.3 Antikörper Maus anti-huTNF-R2 mAk MR2-1 W. Buurmann, Universität Limburg Material und Methoden 30 Kaninchen Serum anti-huTNF-R2 (M80/8a) M. Grell, Universität Stuttgart Maus anti-huTRAF2 mAk (IgG2a) PharMingen, San Diego, USA Maus anti-huCaspase-3 mAk (IgG2a) Transduction Laboratories, Lexington, USA Maus anti-huCaspase-8 mAk (IgG2a) Geschenk Prof. Dr. SchulzeOsthoff, Institut für innere Medizin, Eberhard-Karls-Universität, Tübingen Maus anti-huCD30 mAk (Ki-1) H. Dürkop, Institut für Pathologie, Klinikum Benjamin Franklin, Berlin Ratte anti-hIL-6 mAk (IgG1) PharMingen, San Diego, US Biotinylierter Ratte anti-hIL-6 mAk (IgG2a) PharMingen, San Diego, US Maus anti-Kaninchen IgG-AP Boehringer, Mannheim Kaninchen anti-Maus IgG-AP Sigma, Deisenhofen Maus anti-Flag mAk (M2) Hiss Diagnostics, Freiburg FITC-konjugierter Kaninchen anti-Maus IgG Sigma, Deisenhofen PE-konjugierter Kaninchen anti-Maus IgG Sigma, Deisenhofen AlexaTM 546 (A-11060) Molecular Probes Europe BV, Leiden 2.1.4 Expressionsvektoren und Vektorkonstrukte Das NF-κB-Reporterplasmid wurde freundlicherweise von Dr. Bernd Baumann, Medizinische Strahlenkunde und Zellforschung (MSZ), Universität Würzburg, zur Verfügung gestellt. Das β-Galaktosidase Reporterplasmid (pCH110) mit LacZ Reportergen unter der Kontrolle des konstitutiv aktiven SV40-Promotors wurde von Amersham Pharmacia Biotech bezogen. Der Expressionsvektor für humanes TRAF2 (pcDNA3.1) wurde freundlicherweise von Dr. H. Engelmann, Universität München, zur Verfügung gestellt. Expressionsplasmide für TRAF1-GFP, TRAF2-GFP, TRAF2-YFP, TRAF2-CFP, TNFR2-CFP, TNF-R2-YFP, CD40-YFP, CFP-CD40L, cIAP1-GFP und cIAP2-GFP wurden hergestellt indem die kodierenden Regionen für TRAF1, TRAF2, TNF-R2, CD40, CD40L, cIAP1 und cIAP2 mittels PCR amplifiziert wurden und die PCR- Material und Methoden 31 Produkte, versehen mit geeigneten Restriktionsenzym-Schnittstellen, in pEGFP-N1, pEYFP-N1, pECFP-N1 bzw. pECFP-C1 Vektoren (Clontech, Heidelberg) kloniert wurden. 2.1.5 Zell-Linien Die aus einem Cervix-Karzinom hervorgegangene epitheliale Zell-Linie HeLa wurde von der American Type Culture Collection (ATCC), Rockville, MD, USA bezogen. Die TNF-R2-überexprimierende Zell-Linie HeLa-TNF-R2 sowie die TNF-R2- und Fasüberexprimierende Zell-Linie HeLa-TNF-R2-Fas, wurden von T. Weiß am Institut für Zellbiologie und Immunologie etabliert (Weiß et al., 1997). Die CD40-exprimierende Zell-Linie HeLa-CD40 wurde freundlicherweise von H. Engelmann, Universität München zur Verfügung gestellt (Hess und Engelmann, 1996). Die humane Rhabdomyosarcom-Zell-Linie Kym-1 wurde freundlicherweise von M. Sekiguchi (Universität Tokyo, Japan) zur Verfügung gestellt. Die Hamster Ovarzell-Linie CHO wurde von der American Type Culture Collection (ATCC), Rockville, MD, USA bezogen. 2.2 Experimentalmethoden 2.2.1 Kultivierung eukaryontischer Zellen Die Kultivierung von HeLa-, SV80- und Kym-1-Zellen erfolgte in RPMI 1640 Medium mit hitzeinaktiviertem fötalem Kälberserum (5%) bei 37°C und 96% Luftfeuchtigkeit unter 5% CO2-Begasung. Zum Ernten wurden die adhärent wachsenden Zellen durch Inkubation mit Trypsin (0,025%, 5’, 37°C) und EDTA (10 mM) abgelöst. Anschließend wurden die Zellen durch Zentrifugation (Jouan, 1500 rpm, 5 min) sedimentiert, der Überstand verworfen und das Zellpellet je nach Verwendungszweck in Medium oder einem entsprechendem Puffer resuspendiert. Die Bestimmung der Zellzahl sowie eine Vitalitätskontrolle erfolgten mit Hilfe eines Ausschlußfarbstoffes (0,4% Eosin; 0,9% NaCl; 0,05% NaN3) in einer Neubauer-Zählkammer. Material und Methoden 32 2.2.2 Elektroporation eukaryontischer Zellen Nach dem Ernten der HeLa-Zellen, wurde eine Zelldichte von 1x106 Zellen/ml eingestellt. 6 bis 10 µg der zu transfizierenden DNA wurden mit 800 µl Zellsuspension gemischt und luftblasenfrei in eine sterile Elektroporationsküvette (0,4 cm Elektrodenabstand, Peqlab, Erlangen) überführt. Die Elektroporation erfolgte im Elektroporator (Easyject Plus 70-1010, Peqlab, Erlangen) durch einen Puls mit 250 V bei 1800 µF und unendlichem Widerstand. Sofort nach der Elektroporation wurden die Zellen in eine 3,5 cm Zellkulturschale mit 2 ml vorgewärmtem RPMI ausgesät und über Nacht bei 37°C inkubiert. 2.2.3 pH3 Behandlung Jeweils 1,5x104 Zellen wurden in beschichteten 96-well-Flachboden-Mikrotiterplatten ausgesät und über Nacht bei 37°C inkubiert. Am nächsten Tag wurden die Zellen mit einer konstanten TNF–Konzentration für bestimmte Zeit stimuliert. Nach Ablauf dieser Zeit wurde das Stimulationsmedium abgesaugt und 200 µl kalte pH3Waschlösung (50 mM Glycin, 125 mM NaCl, pH 3) pro well hinzupipettiert. Nach 2 min Inkubation auf Eis wurde die pH3 Waschlösung gewechselt und die Inkubation auf Eis (2 min) mit frischer pH3-Waschlösung wiederholt. Anschließend wurden die Zellen einmal mit frischem RPMI gewaschen und weiter bei 37°C kultiviert. 2.2.4 Interleukin-6 ELISA Jeweils 1,5x104 Zellen wurden in beschichteten 96-well-Flachboden-Mikrotiterplatten ausgesät und über Nacht bei 37°C inkubiert. Vor Zugabe von TNF (10 ng/ml) wurde das Medium gewechselt. Die TNF-Stimulation wurde mittels pH3-Behandlung beendet, wobei die Zell-Überstände aufgehoben wurden. Nach dem Waschen wurden die Zellen in frischem Medium weiter kultiviert, so dass die Gesamtinkubation 8 Stunden betrug. Die Überstände wurden abgenommen und mit den vorher Aufgehobenen vereinigt. 100 µl der Überstände wurden auf eine mit einem anti-IL-6 mAk (2 µg/ml) beschichtete und anschließend mit PBS + 10% hiFCS geblockte ELISA-Platte überführt. Als Nullwert wurde Medium in ein beschichtetes well gegeben. Nach 2 Stunden Inkubation bei 37°C wurde die Platte viermal mit PBS + 0,05% Tween-20 (PBS/T) gewaschen. Als zweiter Ak wurde ein biotinylierter anti-IL-6 mAk (1 µg/ml) in PBS + 10% hiFCS zugegeben, für 45 min bei Raumtemperatur inkubiert und die Platte sechsmal mit PBS/Tween gewaschen. Nach Inkubation für 30 min bei Raumtemperatur mit Streptavidin-gekoppelter alkalischer Phosphatase (1 Material und Methoden 33 U/ml, PharMingen) und anschließendem achtmaligen Waschen mit PBS/Tween erfolgte die Zugabe von NPP (p-Nitrophenylphosphat, 10 mg/ml) in Substratpuffer (0,1 M Glycin, 1 mM ZNCl2, 1 mM MgCl2, pH 10,4). Die Messung der Farbreaktion erfolgte in ELISA-Reader (R5000, Dynatech, Guernsey,GB) bei 405 nm. 2.2.5 Transienter Reportergen-Assay zur Bestimmung der Aktivierung des Transkriptionsfaktors NF-κB Jeweils 1,5x104 Zellen wurden in beschichteten 96-well-Flachboden-Mikrotiterplatten ausgesät und über Nacht bei 37°C inkubiert. Am nächsten Tag wurden die Zellen mit insgesamt 0,30 µg DNA/well transfiziert, wobei sich die verwendete DNA-Lösung aus folgenden Konstrukten zusammensetzte: 0,09 µg NF-κB-Reporterplasmid, 0,06 µg βGalaktosidase-Reporterplasmid und 0,15 µg pcDNA3.1. Die DNAs wurden mit 15 µl/well serumfreiem Medium gemischt, nach der Zugabe von SuperFect-Reagenz (1 µl/well) kurz gemischt und 10 min bei Raumtemperatur inkubiert. Anschließend wurde serumhaltiges RPMI (75 µl/well) hinzupipettiert, der DNA-SuperFect-Mix auf die Zellen übertragen (90 µl/well) und bei 37°C für mindestens 4 Stunden dort belassen. Nach einem Mediumwechsel wurden die Zellen über Nacht bei 37°C kultiviert. Am nächsten Tag wurden die Zellen, entsprechend der jeweiligen Fragestellung, stimuliert. Nach Beendigung der Stimulation wurden die Zellen in 50 µl Lysispuffer (Galactolight-Kit, Tropix, Bedford, USA) pro well unter 30-minütigem Schütteln bei RT lysiert. Je 25 µl Lysat wurden für die Messung der NF-κBabhängigen Firefly-Luciferase und der konstitutiv exprimierten β-Galactosidase verwendet. Die luminometrisch Messung der (Luminometer NF-κB-abhängigen Lucy2, anthos Firefly-Luciferase Microsysteme GmbH) erfolgte durch automatisierte Zugabe von 50 µl (1:5 mit Wasser) verdünntem Substrat (Dual Light Kit, Promega). Für die Messung der β-Galaktosidase-Aktivität wurden Zell-Lysate (25 µl) mit 25 µl β-Galactosidase-Substrat (verdünnt 1:100 in Reaktionspuffer, beides Galactolight-Kit, Tropix, Bedford,USA) 45 min bei RT inkubiert. Die Messung erfolgte im Luminometer unter automatisierter Zugabe von 100 µl 1:1 mit Wasser verdünntem „Accelerator“ (Galactolight-Kit, Tropix, Bedford,USA). Aus den erhaltenen Messwerten wurde für jedes well der Quotient NF-κB-Luciferase-Wert ermittelt. β-Galactosidase-Wert Dieser stellt den normierten Wert für die NF-κB-Aktivierung in entsprechendem well dar. Material und Methoden 34 2.2.6 Zytotoxizitäts-Assays Jeweils 1,5x104 Zellen wurden in beschichteten 96-well-Flachboden-Mikrotiterplatten ausgesät und über Nacht bei 37°C inkubiert. Die zu testenden Substanzen wurden entweder in seriellen Verdünnungen oder in konstanten Konzentrationen zugegeben. Die Quantifizierung der Anzahl der lebenden Zellen erfolgte nach 18 Stunden Inkubation bei 37°C durch Färbung mit Kristallviolett. Dazu wurde der Überstand verworfen, die Zellen einmal mit PBS gewaschen und anschließend 15 min bei Raumtemperatur mit Kristallviolettlösung (0,5% Kristallviolett, 20% Methanol) inkubiert. Die Färbelösung wurde vorsichtig mit H2O abgespült und die Platten an der Luft getrocknet. Zur Messung wurde das Kristallviolett mit 100 µl/well Methanol gelöst und die Mikrotiterplatten im ELISA-Reader (R5000, Dynatech, Guernsey, GB) bei 550 nm analysiert. 2.2.7 SDS-PAGE Die Auftrennung der Proteine nach ihrem Molekulargewicht erfolgte im diskontinuierlichen System in einer vertikalen Gelelektrophoresekammer (Phase, Lübeck). Zur Herstellung der Trenngellösung wurden 4fach konzentrierter Trenngelpuffer, Acrylamid-Stammlösung und APS mit Wasser gemischt. Hierbei lagen die Endkonzentrationen für das APS bei 0,1% und für das Acrylamid (soweit nicht anders angegeben) bei 12%. Die Polymerisation des Trenngels wurde durch Zugabe von TEMED (Endkonz. 0,1%) gestartet. Das Trenngel wurde mit Isopropanol zur Ausbildung einer gleichmäßigen Oberfläche überschichtet. Nach dem Auspolymerisieren wurde das Isopropanol entfernt und das Trenngel mit Sammelgel (3% Acrylamid-Endkonzentration) überschichtet. Zuvor wurde die Polymerisierungsreaktion der Sammelgellösung durch Zugabe von APS (1% Endkonz.) und TEMED (0,1% Endkonz.) gestartet. Die Proben wurden mit 5x Probenpuffer versetzt, 5 min bei 95°C denaturiert, kurz zentrifugiert und dann auf Eis abgekühlt. Pro Geltasche wurden ca. 100 µg Protein aufgetragen. Die elektrophoretische Auftrennung der Proteine erfolgte 1,5 h bei einer Stromstärke von 40 mA. Als Molekularstandard wurde eine Mischung von gefärbten Referenzproteinen (Sigma, Deisenhofen) verwendet. Material und Methoden Komponenten des Standards 35 MW/kDa α2-Makroglobulin 196 β-Galaktosidase 118 Fruktose-6-P-Kinase 90 Pyruvat Kinase 70 Fumarase 55 Lactat Dehydrogenase 38 Triose-P-Isomerase 33,5 2.2.8 Western Blot Elektrotransfer von Proteinen auf Nitrozellulose. Der Transfer der Proteine auf Nitrozellulose (Schleicher und Schuell, Dassel) erfolgte in einer horizontalen SemiDry-Blotkammer (Phase, Lübeck). Die SDS-Polyacrylamid-Gele wurden auf vier in Blotpuffer getränkte Whatman-Papiere gelegt. Die Nitrozellulosemembran wurde in Blotpuffer getränkt und luftblasenfrei auf das Gel gelegt. Anschließend wurden vier in Blotpuffer getränkte Whatman-Papiere auf die Membran gelegt. Geblottet wurde bei RT 1,25 h bei einer mittleren Stromstärke von 1,5 mA/cm2. Immunofärbung von Proteinen. Nach dem Elektrotransfer wurden verbleibende freie Bindestellen auf der Nitrozellulosemembran durch Inkubation (1 Stunde, RT) in Blockpuffer (3% Milch in PBS/Tween) abgesättigt. Danach wurde die Membran kurz in PBS/Tween gewaschen und eine Stunde unter leichtem Schwenken bei RT mit dem für das interessierende Protein spezifischen Ak bzw. Serum inkubiert. Die Ak wurden mit einer Endkonz. von 1 µg/ml in PBS/Tween eingesetzt. Um den nicht gebundenen primären Ak zu entfernen, wurde die Membran dreimal mit PBS/Tween jeweils 15 min gewaschen und anschließend eine weitere Stunde mit einem APgekoppelten anti-Maus IgG bei RT unter leichtem Schwenken inkubiert. Nach erneutem Waschen (PBS/Tween, 3x 15min) wurde die Membran kurz in APFärbepuffer äquilibriert. Zur Entwicklung der Banden wurde die Membran mit der Substratlösung für die AP (0,162 mg/ml BCIP und 0,324 mg/ml NBT in APFärbepuffer) inkubiert. Die Färbereaktion wurde mit Wasser gestoppt. Material und Methoden 36 2.2.9 Caspase Assay Jeweils 0,2x106 HeLa-TNF-R2-Fas-Zellen wurden in beschichtete 6 cm Petrischalen ausgesät und über Nacht inkubiert. Am nächsten Tag wurden die Zellen für die angegebene Zeit mit den entsprechenden Reagenzien inkubiert. Nach Beendigung der Stimulation wurden die Zellen ins Medium abgeschabt in ein 15 ml PP-Röhrchen überführt und abzentrifugiert (1500 rpm, 4°C, 5 min). Die Zellpellets wurden in 100 µl Lysis Puffer resuspendiert und 30 min auf Eis lysiert. Nach der Zentrifugation (15000rpm, 4°C, 30 min) wurden die Überstände abgenommen und in frische Reaktionsgefäße überführt. Anschließend wurden die Proteinmengen bestimmt indem 5 µl Lysat mit 1 ml Biorad-Reagenz (1:5 mit Wasser verdünnt) gemischt wurde und nach 10 min Inkubation bei Raumtemperatur die OD bei 595 nm im Spektrometer gemessen wurde. Für die Messung der Caspase-Aktivität wurden jeweils 30 µg Protein mit 250 µl Caspase-Aktivitätspuffer versetzt. Als Referenzwert wurde die entsprechende Menge an Lysis-Puffer ebenfalls mit 250 µl CaspaseAktivitätspuffer gemischt. Die Messung erfolgte im Luminometer (SLM-AMINCO Spectronic Instruments, Polytec, Waldbronn). Das Caspase-3- bzw. Caspase-8Substrat war jeweils ein Peptid, das eine Caspase-spezifische Schnittstelle enthält und eine fluoreszierende AMC-Gruppe besitzt. Wird diese im Falle einer aktiven Caspase abgespalten, so wird Licht emittiert. Die erste Messung der CaspaseAktivität erfolgte unmittelbar nach dem Start der Reaktion durch Zugabe von 1 µl Caspase-Substrat. Die Anregungswellenlänge betrug für beide Caspasen 380 nm. Aufgenommen wurde ein Emissionsspektrum zwischen 380 und 480 nm, wobei das Maximum der Emission jeweils bei 436 nm lag. Die ausgegebenen Werte wurden durch den Referenzwert geteilt. Die Proben wurden bei RT inkubiert, wobei alle 30 min eine Messung vorgenommen wurde und zwar solange bis für die Positivkontrolle (im Lichtmikroskop > 95% Zelltod) eine maximale Caspase-Aktivität gemessen wurde. Die Sensitivität des Gerätes wurde auf 600 V eingestellt und für die gesamte Messreihe konstant gehalten. 2.2.10 Gelfiltrationschromatographie Jeweils 8x106 HeLa-TNF-R2-Zellen wurden in beschichtete 15 cm Petrischalen ausgesät und über Nacht bei 37°C inkubiert, wobei pro Gruppe 6 Petrischalen verwendet wurden. Am nächsten Tag wurden die Zellen entsprechend der jeweiligen Fragestellung stimuliert. Nach Ablauf der Stimulationszeit wurde das Medium abgesaugt und Zellen mit kaltem PBS gewaschen und anschließend auf Eis durch Material und Methoden 37 Abschaben geerntet. Nach der Zentrifugation (1500 rpm, 4°C, 5 min) wurden die Zellen einmal mit kaltem PBS und einmal mit kaltem FPLC-Puffer gewaschen. Das Zellpellet wurde in einem Volumen FPLC-Puffer aufgenommen, das dem Volumen des Zellpellets entsprach. Auf Eis wurden NP-40 (Endkonz. 0,25%) und ProteaseInhibitoren dazugegeben. Nach der Lyse (1 Stunde, auf Eis) und Zentrifugation (15000 rpm, 4°C, 30 min) wurden die Überstände abgenommen und in frische Reaktionsgefäße überführt. Es folgte eine Ultrazentrifugation für 1 Stunde bei 50000 rpm und 4°C (OptimaTM TL, Beckman, München). Jeweils 200 µl des erhaltenen Überstands wurde auf die zuvor mit FPLC-Puffer äquiliebrierte Superdex 200 HR10/30 Säule (Pharmacia, Freiburg) aufgetragen. Der FPLC-Puffer wurde mit einer Geschwindigkeit von 0,5 ml/min auf die Säule gepumpt. Das gesamte Elutionsvolumen wurde in 0,5 ml großen Fraktionen gesammelt, wobei für die Western Blot-Analyse die Fraktionen 16 bis 32 verwendet wurden. Die Abschätzung des Molekulargewichtes in jeder Fraktion isolierter Proteine erfolgte anhand einer Eichgerade, die für die Referenzproteine Thyroglobulin (663 kDa), Apoferitin (443 kDa), Alkohol Dehydrogenase (150 kDa), Kälber Serum Albumin (66 kDa), Carbonic Anhydrase (29 kDa) und Cytochrom C (12,4 kDA), von Fa. Sigma, Deisenhofen erstellt wurde. 2.2.11 Immunofärbung und Fixierung von Zellen für die konfokale Laserscanning-Mikroskopie HeLa-CD40-Zellen wurden sofort nach der Elektroporation mit TRAF2-GFPExpressionsplasmid auf abgeflammte Deckgläschen (15 mm2) in einer 16 well-Platte ausgesät (jeweils 0,8 x 105 Zellen/Deckglas) und über Nacht bei 37°C inkubiert. Am nächsten Tag wurden die Zellen mit CD40L-Flag (200 ng/ml) und dem Flagspezifischen mAk M2 (1 µg/ml) 20 min bei 37°C stimuliert. Danach wurde das Stimulationsmedium vorsichtig abgesaugt, die Zellen mit PBS gewaschen und anschließend mit 3% Paraformaldehyd (in PBS) 20 min bei Raumtemperatur fixiert. Danach wurden die Zellen dreimal mit PBS gewaschen. Die noch freien Bindestellen wurden durch Inkubation mit 5% FCS in PBS für 30 min bei Raumtemperatur geblockt. Die Zellen der unstimulierten Gruppe wurden 1 Stunde bei Raumtemperatur mit CD40L-Flag (200 ng/ml) und dem Flag-spezifischen mAk M2 (1 µg/ml) inkubiert und danach 6x mit PBS gewaschen. Anschließend wurden die Zellen mit Ziege anti Muas IgG, gekoppelt mit einem roten Farbstoff (Alexa Fluor 546), 1 h bei Raumtemperatur im Dunkeln inkubiert. Der Sekundär-Ak wurde 1:500 in PBS Material und Methoden 38 verdünnt. Dann wurden die Deckgläschen vorsichtig mit einer Pinzette aus der Platte rausgenommen, 30 Sekunden im Becherglas mit PBS geschwenkt und in Fluoromount-GTM-Medium auf Objektträgern eingedeckt. Bis zur Analyse am Laserscanning-Mikroskop wurden die Präparate bei 4°C, lichtgeschützt, aufbewahrt. 2.2.12 Analyse von lebenden Zellen am konfokalen LaserscanningMikroskop Die Zellen wurden direkt nach der Elektroporation in beschichtete 3,5 cm Petrischalen (P35G-0-14-C, Mattek Corporation, USA) mit einer Glasfläche (Durchmesser 14 mm, Dicke 0,17 mm) in der Mitte der Schale ausgesät und über Nacht bei 37°C inkubiert. Je nach Verwendungszweck wurden zwischen 0,5-1,0 x 106 Zellen ausgesät. Am nächsten Tag wurden die Zellen am konfokalen Laserscanning-Mikroskop (TCS SL, Leica) analysiert. Während der Analyse wurden die Zellen bei 37°C und 5% CO2, in einer am Mikroskop angebrachten Kammer, inkubiert. Die Fluorophore wurden mit einem Ar/Kr Laser angeregt und mit Hilfe der Leica Confocal Software analysiert. Ergebnisse 39 3 Ergebnisse 3.1 Molekulare Mechanismen der pro-apoptotischen Kooperation zwischen TNF-R1 und Nicht-Todesrezeptoren der TNFRezeptorfamilie Frühere Arbeiten haben gezeigt, dass die Stimulation des TNF-R2 selektiv den TNFR1-vermittelten Zelltod verstärkt (Weiß et al., 1997) In dieser Arbeit sollten die molekularen Mechanismen der pro-apoptotischen Kooperation zwischen TNF-R1 und anderen Nicht-Todesrezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie geklärt werden. 3.1.1 Ein TNF Puls ist ausreichend, um die TNF-R1-vermittelte Geninduktion zu stimulieren, ist aber nicht hinreichend für die Induktion von Apoptose Der TNF-R1 kann unterschiedliche zelluläre Signalwege induzieren, die unter anderem zur Geninduktion oder zur Induktion des Zelltodes führen können. Der gleiche Rezeptor kann demnach in der selben Zelle gegensätzliche zelluläre Antworten auslösen (Übersicht in Wajant und Scheurich 2001; Chen und Goeddel, 2002). Aus diesem Grund wurde zunächst untersucht, inwieweit allein die Dauer der TNF-Stimulation die Art der TNF-R1-vermittelten Antworten bestimmen kann. Hierzu wurden NF-κB-Aktivierug sowie Induktion des Zelltodes in HeLa-Zellen auf ihre Abhängigkeit von der TNF-Expositionszeit in Parallelexperimenten untersucht. Um die unterschiedlichen Stimulationszeiten zu erreichen, wurde lösliches TNF mittels pH3-Behandlung entfernt. Nach insgesamt 6 Stunden wurden die IL-6-Produktion, die Aktivierung eines NF-κB Reportergens, sowie nach über Nacht Inkubation die Todesrate bestimmt. Es ist aus Abb.3 ersichtlich, dass eine TNF-Expositionszeit von 30 Minuten für die Geninduktion vollkommen ausreichend war und bereits einen Effekt von mehr als 70% der maximalen Induktion bewirkte. Die Induktion des Zelltodes hingegen erforderte eine permanente TNF-Exposition. Nach 30’ konnte keine Apoptose beobachtet werden und sogar nach 6stündiger TNF-Stimulation erreichte die Sterberate weniger als 50%. Ergebnisse A p op to se IL 6 RLU 100 % d es m a xim a len E ffekte s 40 80 60 40 20 0 0 30 180 360 D au er de r TN F S tim ulation (m in) Abb. 3: Ein TNF Puls ist ausreichend für die Geninduktion ist aber nicht hinreichend für die Induktion des Zelltodes. HeLa-Zellen wurden mit TNF (10 ng/ml) stimuliert. Nach den angegebenen Zeiten wurde TNF mittels pH3-Behandlung entfernt. IL-6-Produktion und NF-κB-Aktivierung wurden nach einer gesamten Inkubationszeit von 8 h bestimmt. Zellen für den Toxizitäts-Assay wurden mit CHX (2,5 µg/ml) 3 h vorstimuliert und nach einer Gesamt-Inkubation von 16 h mit Kristallviolett zur Quantifizierung der noch lebenden Zellen gefärbt. Die gemessenen Werte wurden anhand von Gruppen normiert, in denen TNF nicht entfernt wurde. Die Erkenntnis, dass die TNF-R1-vermittelte Induktion von Apoptose ein Prozess ist, der von der dauerhaften Anwesenheit von TNF abhängt, konnte durch Experimente mit dem spezifischen Caspase-Inhibitor zVAD-fmk, untermauert werden (Abb.4). Die Apoptose-Induktion erfolgte in HeLa-Zellen durch TNF- bzw. FasL-Stimulation in Anwesenheit von CHX, in Kym-1-Zellen durch TNF- und in SKW-Zellen durch FasLStimulation. Um zu klären, in welchem Zeitfenster Zellen durch z-VAD-fmk vor der Apoptose „gerettet“ werden können, wurde den Zellen nach verschiedener Zeit zVAD-fmk zugegeben. Mehr als 50% Zellen konnten vor der TNF-induzierten Apoptose geschützt werden, wenn zVAD-fmk-Zugabe bis zu 4 Stunden nach Ansetzen der TNF/CHX-Stimulation erfolgt. Dies wurde für HeLa- und Kym-1-Zellen gezeigt. HeLa-Zellen brauchen dabei zusätzlich CHX um sie für die Induktion des Zelltodes zu sensitivieren. Damit wurde gezeigt, dass die Inhibierung der TNFvermittelten Apoptose, unabhängig von der CHX-Abhängigkeit der ApoptoseInduktion, im gleichem Zeitfenster erfolgt. Im Falle der FasL-induzierten Apoptose konnte zVAD-fmk nur dann eine Schutzwirkung ausüben, wenn es innerhalb von 60 Minuten nach dem FasL zugegeben wurde. Die TNF-R1-vermittelte Geninduktion und die TNF-R1-induzierte Apoptose hängen also unterschiedlich von der TNFStimulations-Dauer ab. Es stellte sich daher die Frage, ob der Zeitpunkt der TNF-R2Stimulation diese beiden TNF-R1-vermittelten Antworten differentiell beeinflussen kann. Ergebnisse H e L a -Z e lle n K ym -1- u n d S K W -Z e lle n 100 TN F Fa sL 80 TN F Fa sL 100 80 60 60 40 40 20 20 0 0 1 2 4 ∆t (h ) ke in zVA D 0 1 2 ∆t (h ) 4 ke in zVA D 0 le b e n d e Z e lle n (% ) le b e n d e Z e lle n (% ) B 41 Abb. 4: Die TNF-induzierte Apoptose kann bis zu 4 Stunden nach Beginn der Stimulation noch deutlich mit dem Caspase-Inhibitor zVAD-fmk blockiert werden. HeLa-Zellen wurden mit CHX (2,5 µg/ml) 3 Stunden behandelt. Danach wurden sie, analog zu Kym-1- und SKW-Zellen entweder mit TNF (10 ng/ml) oder mit vernetztem FasL stimuliert. Zu den angegebenen Zeiten wurde den Zellen zVAD-fmk (20 µM) zugegeben. Nach anschließender üN Inkubation wurden HeLa- und Kym-1-Zellen mit Kristallviolett gefärbt, bei den SKW-Zellen wurde die MTT-Methode angewandt. Die Daten geben die Mittelwerte ± SEM von Dreifachwerten an. 3.1.2 Vor- und Kostimulation von TNF-R2 beeinflussen differentiell TNFR1-vermittelte Signalwege Um die Kooperation der beiden TNF-Rezeptoren zu untersuchen, wurden HeLaTransfektanten, die ca. 60.000 TNF-R2-Moleküle pro Zelle exprimieren, verwendet. Es wurden folgende drei experimentelle Bedingungen für die TNF-R1-Stimulation analysiert. Erstens: TNF-R1 wurde exklusiv mit löslichem TNF stimuliert, daher wurde nur der TNF-R1 aktiviert (exklusive TNF-R1-Stimulation); zweitens: Der TNFR2 wurde 16 h vor dem TNF-R1 stimuliert (TNF-R2-Vorstimulation) und drittens: Beide TNF-Rezeptoren wurden gleichzeitig stimuliert (Kostimulation). Unter diesen Bedingungen wurden NF-κB-Aktivierung und Apoptose-Induktion untersucht. Im Falle der TNF-R2-Vorstimulation konnte eine starke Inhibition der TNF-R1-induzierten NFκB-Aktivierung (Abb. 5a) und eine dramatische Verstärkung des TNF-R1-vemittelten Zelltodes (Abb. 5c) beobachtet werden. Die Situation sieht jedoch anders aus, wenn beide Rezeptoren zum gleichen Zeitpunkt stimuliert wurden. In diesem Fall konnte weiterhin eine deutliche Verstärkung der TNF-R1-induzierten Apoptose detektiert werden (Abb. 5d). Die Verstärkung war jedoch im Vergleich zur Vorstimulation signifikant reduziert. Die TNF-R1-vermittelte NF-κB-Aktivierung hingegen blieb unbeeinflusst und zeigte sogar eher eine leichte Zunahme (Abb. 5b). TNF-R2Kostimulation verstärkte TNF-R1-induzierte Apoptose, konnte jedoch nicht die TNFR1-vermittelte Geninduktion unterbinden, da diese, wie in (3.1.1) gezeigt wurde, sehr schnell in Gang gesetzt wird und damit gegenüber der TNF-R2-Kostimulation Ergebnisse 42 unsensitiv bleibt. Diese Schlussfolgerung impliziert, das der Zeitpunkt der TNF-R2Stimulation für die Art der „output“ Reaktion, die vom TNF-R1 ausgeht, eine entscheidende Rolle, spielt. TNF-R2-Vorstimulation A C 1 00 30 80 20 60 40 10 20 0 0 0.01 0.1 1 10 100 0 0.1 0.01 T N F (n g/m l) 1 10 0 10 0 leb ende Zellen (% ) R LU 40 T N F (n g/m l) TNF-R2-Kostimulation D B 100 80 RLU 30 60 20 40 10 0 20 0 0.01 0.1 1 10 TN F (ng /m l) αT N F -R 2 M edium 100 0 0.1 0.01 1 10 0 100 lebend e Z ellen (% ) 40 TN F (ng /m l) αT N F -R 2 M edium Abb. 5: Vor- und Kostimulation des TNF-R2 beeinflusst die TNF-R1-vermittelte NF-κBAktivierung und den TNF-R1-induzierten Zelltod. A) und B) HeLa-TNF-R2 wurden mit einem 3xNFκB Luciferase Reporter-Plasmid und einem β -Galaktosidase Expressionsplasmid transfiziert. Eine Gruppe (Av) wurde (gleich nach dem Wechsel des Transfektionsmediums) mit MR2-1 (agonistischem TNF-R2 IgG 2 µg/ml) über Nacht stimuliert. Am nächsten Tag wurden die Vorstimulations- und Kontrollgruppe mit TNF, die Kostimulationsgruppe mit TNF und MR2-1 stimuliert (Bv 1DFK Stunden wurde die Aktivierung des Transkriptionsfaktors NF-κB bestimmt. C) und D) HeLa-TNF-R2Zellen wurden in einem Standard-Zytotoxizitäts-Assay entweder mit TNF alleine ( RGHU LQ Kombination mit MR2-1 (2 µg/ml, v) 18 h vor-(C) bzw. zusammen stimuliert (D). Jede Gruppe wurde mit CHX (2,5 µg/ml) vorinkubiert. Die zytotoxischen Effekte wurden durch Anfärben mit Kristallviolett quantifiziert. Die Daten geben die Mittelwerte ± SEM von Dreifachwerten an. Ergebnisse 43 3.1.3 TNF-R2 Stimulation moduliert zeitabhängig TNF-R1-induzierte Signalwege Um die Bedeutung der zeitlichen Abfolge der TNF-R1- und TNF-R2-Stimulation für die Ausprägung TNF-R1-abhängiger Signale zu verdeutlichen, wurde folgendes Experiment durchgeführt: HeLa-TNF-R2-Zellen wurden bezüglich der TNF-R1Stimulation zu unterschiedlichen Zeitpunkten mit einem polyklonalen TNF-R2agonistischen Serum stimuliert. Der Zeitpunkt der TNF-R2-Stimulation variierte zwischen 5 Stunden vor und 5 Stunden nach der TNF-R1-Stimulation. Es wurden die TNF-R1-vermittelte NF-κB-Aktivierung sowie der TNF-R1-induzierte Zelltod analysiert, wobei als Vergleichsgruppen jeweils Zellen dienten, die ausschließlich E ffekt de r e xklusiven T N F -R 1 S tim u la tio n (% ) über den TNF-R1 für 6 Stunden stimuliert wurden (Abb. 6). 12 5 I 10 0 Abb. 6: TNF-R2 Stimulation moduliert die TNF-R1-induzierte NF-κB75 Aktivierung und den TNF-R150 vermittelten Zelltod. TNF-R2 wurde mit dem agonistischen Kaninchen Serum 25 N F -κB M80/8a (1:100) zu den angegebenen V ita litä t 0 Zeiten vor bzw. nach der TNF-R1-5.0 -2.5 0.0 2.5 5.0 Aktivierung (TNF, 10 ng/ml) stimuliert. Zur Bestimmung der Aktivierung des Z eitpu nkt d er TN F-R 2 S tim u latio n (h) Transkriptionsfaktors NF-κB ( ZXUGHQ HeLa-TNF-R2 am Tag zuvor mit 3xNF-κB Luciferase Reporter-Plasmid und einem β-Galaktosidase Expressionsplasmid transfiziert. Die Aktivierung des Transkriptionsfaktors NF-κB wurde 6 Stunden nach Stimulation des TNF-R1 bestimmt. Die Apoptose in HeLa-TNF-R2-Zellen wurde durch Stimulation mit TNF (0,1 ng/ml ) und CHX (2,5 µg/ml) induziert (| 'DV $QIlUEHQ PLW .ULVWDOOYLROHWW ]XU 4XDQWLIL]LHUXQJ GHU ]\WRWR[LVFKHQ Effekte erfolgte 16 Stunden nach TNF-R1-Stimulation. Die Daten geben die Mittelwerte ± SEM von Dreifachwerten an. Es konnte folgendes beobachtet werden: Die TNF-R1-induzierte NF-κB-Aktivierung kann durch TNF-R2-Vorstimulation inhibiert werden. 5 Stunden TNF-R2- Vorstimulation reduzierten die TNF-R1-induzierte NF-κB-Aktivierung auf 15%. Je kürzer die TNF-R2-Vorstimulation war, desto geringer fiel die Inhibierung der TNFR1-induzierten NF-κB-Aktivierung aus. Ko- und Nachstimulation des TNF-R2 hatten keinerlei Einfluß auf die TNF-R1-induzierte NF-κB Aktivierung. Im Falle des TNF-R1vermittelten Zelltods war es jedoch so, dass dieser auch dann noch verstärkt wurde, wenn die TNF-R2-Stimulation ca. 2 Stunden nach der TNF-R1-Aktivierung erfolgte. Je früher die TNF-R2-Stimulation bezüglich der TNF-R1-Aktivierung einsetzte, desto höher war die Verstärkung der Apoptose. Ergebnisse 44 3.1.4 Die TNF-R1-abhängige Aktivierung von Caspase-3 und Caspase-8 wird durch Vor- und Kostimulation des TNF-R2 verstärkt Zelltod, der durch Stimulation von Todes-Rezeptoren induziert wird, beruht u.a. auf der Aktivierung der Caspasen 3 und 8 (Muzio et al., 1996; Medema et al., 1997; Cohen, 1997). Aktive Caspasen können in Zell-Lysaten nachgewiesen und quantifiziert werden. Im folgenden sollte der Einfluss der TNF-R2-Stimulation auf die durch die Todesrezeptoren Fas und TNF-R1 induzierte Caspase-Aktivierung analysiert werden. Um dies zu bewerkstelligen, wurden HeLa-Transfektanten verwendet, die stabil den TNF-R2, sowie auch Fas exprimieren. Abbildung 7a zeigt Western Blot-Analysen von Lysaten aus Zellen, die entweder mit FasL, mit TNF alleine oder mit TNF in Kombination mit TNF-R2-Vor- bzw. Kostimulation behandelt wurden. In allen Gruppen wurden die Zellen mit CHX (5 µg/ml) vorbehandelt. Caspase-8-Aktivierung bedingt die Prozessierung der beiden Caspase-8 Isoformen p53/p55 zu einer Prodomäne und zwei Untereinheiten, die die aktive heterotetramere Caspase-8 bilden. Eine der aktiven Untereinheiten mit dem Molekulargewicht von 18 kDa kann in Western Blot detektiert werden. Im Fall von Caspase-3 spiegelt sich die Aktivierung im „Verschwinden“ der inaktiven Proform wider, da nur diese mit dem verwendeten Antikörper sichtbar gemacht werden kann. Die Abbildung 7a zeigt deutlich, dass FasL-Behandlung zu einer sehr schnellen Caspase-Aktivierung führt. Schon eine Stimulationszeit von 1 Stunde war ausreichend, um Caspase-8 vollständig zu prozessieren. Im Falle der exklusiven TNF-R1-Stimulation konnten die ersten Zeichen der Caspase-8-Aktivierung frühestens nach 3 Stunden detektiert werden. Die TNF-R1-induzierte Caspase 8-Aktivierung konnte durch TNF-R2Vorstimulation und auch durch Kostimulation der beiden TNF-Rezeptoren signifikant beschleunigt werden. Ähnliche Ergebnisse wurden auch mit spezifischen fluoreszierenden Caspase-Substraten erhalten. So zeigt die enzymatische Detektion der Caspase-3- bzw. Caspase-8-Aktivität (Abb. 7b) deutlich, dass TNF-R1Stimulation, verglichen mit Fas-Aktivierung, nur zeitlich verzögert zur CaspaseAktivierung führt. Diese Aktivierung konnte jedoch durch Vor- und Kostimulation von TNF-R2 sehr effizient potenziert werden, so dass die jeweiligen relativen CaspaseAktivitäten (im Falle der Vorstimulation) mit denen, die für FasL-induzierte Apoptose gemessen wurden, übereinstimmten. Ergebnisse 45 A Z eit (h) 0 1 2 3 5 7 0 1 2 3 5 7 0 1 3 2 5 7 F as L TNF TNF + M R 2 -1 K o st . TNF + M R 2 -1 Vo rst. p53/p55 p18 p32 α C aspase-8 α C aspase-3 40 35 30 25 20 15 10 5 0 30 25 20 15 10 5 0 0 100 200 300 400 S tim u la tion sd au e r (m in) 0 100 200 300 re la tive C asp as e-3 A ktivitä t re la tive C a sp ase -8 A ktivitä t B 400 S tim u la tion sd au e r (m in) F asL TNF T N F + M R 2-1 (K ostim ulation) T N F + M R 2-1 (Vo rstim ulation) Abb. 7: Kinetik der TNF- und FasL-induzierter Caspase-8- und Caspase-3-Aktivierung. HeLaTNF-R2-Fas-Zellen wurden für die angegebenen Zeiten mit folgenden Reagenzien stimuliert: mit vernetztem FasL (100 ng/ml; v), TNF (10 ng/ml; ), TNF + TNF-R2-IgG (2 µg/ml, ¨) oder mit TNF nach 16-stündiger TNF-R2-Vorstimulation (|). In allen 4 Gruppen wurden die Zellen mit CHX (2,5 µg/ml) für 2 Stunden vorbehandelt. Nach den angegebenen Zeiten wurden die Zellen geerntet, lysiert und die Zell-Lysate auf Caspase-Aktivierung hin entweder in Western Blot (A) oder im Assay zur Bestimmung der Enzym-Aktivität (B) analysiert. 3.1.5 Kostimulation der TRAF2-bindenden Rezeptoren CD30 und CD40 verstärkt die TNF-R1-vermittelte Apoptose TNF-R2 gehört zu den Nicht-Todesrezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie. Andere Mitglieder dieser Familie, die ebenfalls keine Todes-Domäne besitzen sind u.a. CD40 und CD30. Es sollte geprüft werden, ob die Stimulation dieser Rezeptoren auch zu einer Verstärkung der TNF-R1-vemittelten Apoptose führt. Hierzu wurden HeLaZellen, die stabil CD30 bzw. CD40 exprimieren (Abb. 8a) entweder mit TNF alleine Ergebnisse 46 oder in Kombination mit CD40L-Flag (vernetzt mit M2), bzw. spezifischen CD30Antikörper stimuliert. Wie aus Abb. 8b ersichtlich wird, führt die Kostimulation von TNF-R1 und CD30 oder TNF-R1 und CD40, ähnlich wie die Kostimulation der beiden TNF-Rezeptoren, zu synergistischen Effekten hinsichtlich der TNF-R1-eingeleiteten Apoptose. Es stellte sich daher die Frage nach dem gemeinsamen Mechanismus der TNF-R2-, CD30- und CD40-induzierten Verstärkung der TNF-R1-vermittelten Apoptose. Aus der Literatur ist bekannt (Gedrich et al., 1996; Ishida et al., 1996a), dass alle drei Rezeptoren die Fähigkeit besitzen, TRAF2 direkt zu binden und dass Überexpression von TNF-R2 und CD30 zur Degradation von kotransfiziertem TRAF2 führt (Duckett and Thompson, 1997). Somit war die Frage nach einer TRAF2Beteiligung an pro-apoptotischer TNF-R-Kooperation nahe liegend. A αC D 4 0 0 10 -1 10 0 10 1 10 2 0 F lu ore sz e n z-In te n sitä t 10 -1 10 0 10 1 αC D 3 0 10 2 0 F lu ore sz e n z-In te n sitä t 10 -1 10 0 10 1 re la tiv e Z e llz a h l αT N F-R 2 10 2 F lu ore sz e n z-In te n sitä t leb en d e Ze llen (% ) B 100 100 80 80 60 60 40 40 20 0 αT N F-R 2 M e dium 10 -3 10 -2 10 -1 10 0 10 1 10 2 T N F (ng /m l) CD40L M e dium 10 -3 10 -2 10 -1 10 0 10 1 10 2 T N F (ng /m l) αC D 3 0 M e dium 20 0 10 -3 10 -2 10 -1 10 0 10 1 10 2 T N F (ng /m l) Abb. 8: TNF-R2-, CD30- und CD40-Kostimulation verstärken den TNF-R1-vermittelten Zelltod. A) Zur Bestimmung der stabilen Rezeptorexpression wurden HeLa-TNF-R2-, HeLa-CD40-, HeLaCD30- und Hela-Zellen (Kontrolle) mit den jeweiligen rezeptor-spezifischen monoklonalen Antikörpern 1 h inkubiert. Die gebundenen Ak wurden mit einem zweiten FITC-konjugierten Ziege-anti-Maus Ak detektiert und im FACS durchflußzytometrisch analysiert. Graue Histogramme stellen jeweils KontrollZellen dar. B) HeLa-TNF-R2-, HeLa-CD40-, HeLa-CD30-Zellen wurden in 96-well-Platten (15 000 Zellen/well) über Nacht inkubiert. Nach einer 2-stündigen CHX-Vorstimulation (2,5 µg/ml) wurden die Zellen entweder mit TNF (|) oder wie folgt behandelt: HeLa-TNF-R2-Zellen: mit TNF + MR2-1 (2 µg/ml), HeLa-CD40-Zellen: mit TNF + CD40L-Flag, (vernetzt mit anti-Flag Maus-Ak); HeLa-CD30Zellen mit dem agonistischen mAk Ki-1 (3 µg/ml), in den Diagrammen jeweils mit EH]HLFKQHW. Nach 16 h wurden die zytotoxischen Effekte durch Anfärben mit Kristallviolett quantifiziert. Die Daten geben die Mittelwerte ± SEM von Dreifachwerten an. Ergebnisse 47 3.1.6 Stimulation des TNF-R2 führt zu TRAF2 Depletion aus der Triton100-löslichen Fraktion Es sollte zunächst untersucht werden, welchen Einfluss die TNF-R2-Stimulation auf das Expressionsniveau von endogenem TRAF2 hat. Dazu wurde die FPLC-Technik (2.2.10) verwendet. Zell-Lysate (Triton100-lösliche Fraktion) aus unstimulierten HeLa-TNF-R2-Zellen wurden über eine Superdex 200 HR10/30 Säule aufgetrennt und die gesammelten Fraktionen mittels Western Blot analysiert. Abb. 9a zeigt, dass TRAF2 vor allem als Komponente von hochmolekularen Komplexen mit Molekulargewichten von 300-500 kDa isoliert wurde. Dies steht im Einklang mit Literaturdaten (Shu et al., 1996). Die Analyse von Zell-Lysaten aus HeLa-TNF-R2Zellen, die mit agonistischem TNF-R2-Antikörper stimuliert wurden, zeigte eine deutliche Reduktion der hochmolekularen TRAF2-Komplexe (Abb. 9b). Die Stimulation von HeLa-Zellen, die stabil eine TNF-R2-Deletionsmutante, welcher die zytoplasmatische Domäne des Rezeptors fehlt, exprimieren (HeLa-TNF-5ûF\W hatte keinerlei Effekt auf den Gehalt an TRAF2-Komplexen. Dies macht deutlich, dass die zytoplasmatische Domäne des TNF-R2 für die TRAF2-Depletion aus der Detergenzlöslichen Fraktion benötigt wird. Im weiteren wurde die zeitliche Abhängigkeit der TRAF2-Depletion von der TNF-R2-Stimulation analysiert. Wie aus der Abb. 9c ersichtlich ist, kann die TRAF2-Depletion schon 1 Stunde nach der TNFR2-Stimulation beobachtet werden und erreicht nach ca. 6-stündiger TNF-R2Stimulation das Maximum. Als nächstes stellte sich die Frage, ob TRAF2 lediglich aus dem Zytoplasma depletiert wird oder aber womöglich auch degradiert wird? Um diesen Punkt zu verifizieren, wurden HeLa-TNF-R2-Zellen mit agonistischem TNFR2-Antikörper unterschiedlich lang behandelt. Nach der Ernte wurden aus jeder Gruppe entweder Total-Zell-Lysate oder detergenzlösliche bzw. detergenzunlösliche Fraktionen hergestellt. Die anschließende Western Blot-Analyse zeigte (Abb. 9d), dass in den ersten 3 Stunden der TNF-R2-Stimulation die TRAF2-Degradation keine Rolle spielt und lediglich eine TRAF2-Translokation aus einer detergenzlöslichen in eine detergenzunlösliche Fraktion auftritt. Ergebnisse 663 M W (kD a ) 443 48 150 66 29 H eL a-T NF -R 2 αT RA F 2 A F r. N r. 17 % 18 20 - αT N F -R 2 19 20 21 - 24 25 26 27 28 - + 29 30 31 32 C 23 22 - + + 21 22 23 + αT N F -R 2 (h) F r. N r. H eLa -T N F -R 2 H eLa -T N F -R 2 ∆cyt αT R A F 2 0 1 3 6 21 22 23 24 ' 0 1 3 1 0.8 0.7 6 18 αT N F -R 2 (h) 0.5 0.2 rel. Expression H eLa -T N F -R 2 αT R A F 2 detergenzlö sliche Fraktion 1 0.7 0.5 0.5 0.3 rel. Expression detergenzun lösliche F ra ktion 1 1.7 2 1.2 1.2 rel. Expression αT R A F 2 Abb. 9: TRAF2 wird nach der TNF-R2-Stimulation aus dem Zytoplasma depletiert. (A) ZellLysate aus HeLa-TNF-R2-Zellen wurden mittels Gelfiltrationschromatographie, mit einer HR10/30 Superdex 200 Säule, nach Größe aufgetrennt. Die Fraktionen 17 bis 32 wurden mittels Western Blot auf TRAF2-Expression analysiert. Die Fraktionsgröße betrug 0,5 ml. Die Pfeile geben das, anhand einer Eichkurve ermittelte Molekulargewicht der entsprechenden Fraktionen an. (B) HeLa-TNF-R26 Zellen (jeweils 60x10 ) wurden mit einem agonistischen TNF-R2-Maus-Ak (MR2-1) 6 Stunden stimuliert oder blieben unbehandelt. Die Zellen wurden geerntet, lysiert und das gesamte Lysat (200 µl) auf die FPLC-Säule aufgetragen. Fraktionen 20 bis 23 aus stimulierten (+) bzw. unstimulierten (-) HeLa-TNF-R2-Zellen wurden im Western Blot bezüglich der TRAF2-Expression verglichen. Das untere Bild zeigt ein entsprechendes Experiment, das mit HeLa-TNF-5ûF\W-Zellen durchgeführt wurde. (C) HeLa-TNF-R2-Zellen wurden mit dem agonistischen TNF-R2-Ak (MR2-1, 2 µg/ml) für die angegebenen Zeiten behandelt und die daraus gewonnenen Lysate wurden wiederum in der Gelfiltrationschromatographie aufgetrennt. Fraktionen 21 bis 24 wurden im Western Blot auf TRAF2Expression hin analysiert. (D) HeLa-TNF-R2-Zellen wurden wiederum mit dem agonistischen TNF-R2Maus-Ak (MR2-1, 2 µg/ml) behandelt. Aus jeder Experimentalgruppe wurden detergenzlösliche bzw. detergenzunlösliche Fraktionen sowie ein Ganzzell-Lysat hergestellt. Die im Western Blot detektierten Banden wurden zytometrisch ausgewertet. (A-D) TRAF2 wurde im Western Blot mit einem monoklonalen TRAF2-spezifischen Antikörper (Pharmingen), in einer Konzentration von 1 µg/ml, und einem sekundären AP-gekoppelten Kaninchen anti-Maus Antikörper (1:10.000), detektiert. Ergebnisse 49 3.1.7 Stimulation von TNF-R2 und CD40 führt zur TRAF2-GFPRekrutierung vom Zytoplasma an die Membran Um die stimulationsabhängige TRAF2-Depletion in lebenden Zellen zu untersuchen, wurde die konfokale Laserscanning-Mikroskopie angewandt. Sie ermöglicht u.a. die Analyse der zellulären Lokalisation von Proteinen, die mit einem fluoreszierenden Protein fusioniert sind. HeLa-TNF-R2- und HeLa-CD40-Zellen wurden mit einem Expressionsplasmid transfiziert, das für ein TRAF2-GFP-Fusionsprotein kodiert. TRAF2-GFP zeigte in beiden Zell-Linien in unstimulierten Zellen eine homogene zytoplasmatische Verteilung (Abb. 10). Die Stimulation von TNF-R2 mit agonistischen TNF-R2-spezifischen Antikörpern bzw. CD40 mit CD40L führte zu einer Translokation von TRAF2-GFP innerhalb von 10’ aus dem Zytoplasma an die Zellmembran. M 80/8a unstim u liert 3’ 10’ 8 µM C D 4 0L+M 2 unstim u liert 3’ 10’ 8 µM Abb. 10: TNF-R2- und CD40- Stimulation führt zur Depletion von zytoplasmatischem TRAF2GFP. HeLa-TNF-R2- und HeLa-CD40-Zellen wurden mit einem Expressionsvektor für TRAF2-GFP elektroporiert und über Nacht kultiviert. Am nächsten Tag wurden die Zellen mit dem konfokalen Laserscanning-Mikroskop analysiert. Dabei wurden sie mit Rezeptor-spezifischen Reagenzien stimuliert: HeLa-TNF-R2 mit Kaninchen anti-TNF-R2 IgG (1:100), HeLa-CD40 mit vernetztem CD40L (200 ng/ml). Ergebnisse 50 Die zytoplasmatische Abnahme von TRAF2-GFP konnte mit der Leica Confocal Software gemessen und quantifiziert werden. Abbildung 11 verdeutlicht, dass schon eine 3-minütige CD40-Stimulation ausreichend war, um ca. 70% der TRAF2-GFPMoleküle an die Membran zu befördern. Als nächstes sollte die Frage nach TRAF2Rekrutierung an TNF-R2 und CD40 geklärt werden, da beide Rezeptoren ebenfalls membranständige Proteine sind. Relative Fluoreszenz (%) 120 100 80 60 M e m b ra n (s tim . Z e lle ) Z yto p la s m a (s tim . Z e lle ) 40 K o n tro llze lle (u n s tim .) 20 10 9 8 7 6 5 4 3 2 1 0 0 Ze it in M inute n Abb. 11: Kinetik der Rezeptor-induzierten TRAF2-GFP-Depletion. HeLa-CD40-Zellen wurden mit einem Expressionsvektor für TRAF2-GFP elektroporiert und über Nacht kultiviert. Am nächsten Tag wurden die Zellen mit vernetzten CD40L (200 ng/ml) stimuliert und mit dem konfokalen Laserscanning-Mikroskop analysiert. Die digitalen Aufnahmen, die alle 30 Sekunden erfolgten, wurden quantitativ mit der Leica Confocal Software ausgewertet, wobei die Fluoreszenzabnahme im Zytoplasma (v) sowie die Zunahme der Fluoreszenz im Membranbereich () gemessen wurden. Die dritte Kurve (x) zeigt die Abnahme der Fluoreszenz in einer unstimulierten Kontrollzelle während eines Scann-Prozesses. 3.1.8 Die Rekrutierung von TRAF2-GFP an den CD40 erfolgt Ligandenabhängig Um eine mögliche stimulationsabhängige Kolokalisation von TRAF2 und CD40 zu untersuchen, wurden HeLa-CD40-Zellen transient mit TRAF2-GFP transfiziert. CD40 zeigt hierbei eine homogene Membranfärbung, wobei keine Kolokalisation mit TRAF2-GFP beobachtbar ist (Abb. 12). Wenn jedoch Zellen mit CD40L-Flag+M2 für 20’ inkubiert wurden, zeigt sich eine deutliche Kolokalisation zwischen TRAF2-GFPund CD40 in membranständigen Aggregaten, die durch die CD40-Stimulation induziert wurden. Ergebnisse 51 un stim u liert 8 µM C D 40L + M 2 H e La C D 40-T R A F 2-G FP O verlay 8 µM Abb. 12: TRAF2-GFP wird Liganden-abhängig an den CD40 rekrutiert. HeLa-CD40-Zellen 2 wurden mit einem TRAF2-GFP-Expressionsvektor elektroporiert und auf 15 mm -großen Deckgläschen in einer 16-well-Platte über Nacht kultiviert. Am nächsten Tag wurden die Zellen entweder mit CD40L (200 ng/ml) + M2 (1 µg/ml) für 20’ stimuliert oder sie blieben unbehandelt. Nach vorsichtigem Waschen mit PBS wurden die Zellen in 3% Paraformaldehyd fixiert. Um CD40 detektieren zu können, wurde der an die stimulierten Zellen gebundene CD40L mit einem sekundären, PE-gekoppelten anti-Maus IgG 30 Minuten inkubiert. Die Zellen in der Kontrollgruppe wurden erst nach der Fixierung mit vernetztem CD40L (1 h, 37°C) behandelt. Danach wurden sie 30 Minuten mit dem sekundären Antikörper inkubiert. Die Präparate wurden in PBS gewaschen, mit Mounting Medium eingedeckt und mit dem konfokalen Laserscanning-Mikroskop analysiert. Die Anregungswellenlängen betrugen 514 nm für GFP und 546 nm für den roten Alexa –546 Farbstoff. 3.1.9 TRAF2 vermittelt die Rekrutierung von cIAP1, cIAP2 und TRAF1 an CD40 In der Literatur wurde gezeigt, dass TRAF2 stimulationsabhängig in den TNF-R1 rekrutiert wird und dabei andere Proteine in den Rezeptorkomplex befördert (Hsu et al., 1996b; Devin et al., 2000). Wang et al. (1998) konnten zeigen, dass TRAF2 zusammen mit TRAF1, cIAP1 und cIAP2 einen anti-apoptotischen Komplex bildet, der die TNF-R1-vermittelte Caspase-8-Aktivierung inhibieren kann. Um zu klären, ob und welche Proteine zusammen mit TRAF2 in den CD40-Signalkomplex rekrutiert werden, wurde eine potentielle cIAP1-, cIAP2- und TRAF1-Rekrutierung untersucht. HeLa-CD40-Zellen wurden entweder alleine mit cIAP1-NT-GFP-, cIAP2-NT-GFPund TRAF1-GFP-Expressionsplasmiden transfiziert oder jeweils zusammen mit dem Expressionsplasmid für TRAF2. Diese Experimente (Abb. 13a und b) brachten folgende Erkenntnisse: beide c-IAP Proteine, alleine überexprimiert, zeigten sowohl eine nukleare als auch eine zytoplasmatische Lokalisation. Die zelluläre c-IAP Verteilung blieb nach Stimulation des CD40 unverändert. Wurde jedoch TRAF2 Ergebnisse 52 koexprimiert, so zeigten in unstimulierten Zellen beide c-IAP-Proteine eine ausschließlich zytoplasmatische Lokalisation, die typisch für TRAF2 ist. Dies deutet darauf hin, dass TRAF2 mit beiden c-IAPs-Proteinen stimulationsunabhängig Komplexe bildet. Als Antwort auf die CD40-Aktivierung wurden diese c-IAP/TRAF2Komplexe sehr effizient in den CD40-Signalkomplex rekrutiert (Abb. 13a). Für TRAF1 wurde ebenfalls eine Ligand- und TRAF2-abhängige Rekrutierung an CD40 gezeigt, wobei ihre Effizienz deutlich schwächer war (Abb. 13b). Alle in diesem Kapitel beschriebenen Experimente wurden auch in HeLa-TNF-R2 mit den gleichen Ergebnissen durchgeführt. + TRAF2 A C IA P 2-N T -G F P cIA P 1-N T -G F P cIA P 2-N T -G F P stim uliert C D 40L +M 2 unstim uliert cIA P 1-N T -G F P 8 µM 8 µM 8 µM 8 µM + TRAF2 B T R A F 1-G F P stim uliert C D 40L +M 2 unst im uliert T R A F 1-G F P 8 µM 8 µM Abb. 13: TRAF2-abhängige Rekrutierung von cIAP1, cIAP2 und TRAF1 an CD40. HeLa-CD40Zellen wurden mit Expressionsplasmiden für cIAP1-NT-GFP, cIAP2-NT-GFP, sowie TRAF1-GFP elektroporiert. In Vergleichsgruppen wurden diese drei Plasmide jeweils zusammen mit TRAF2pcDNA kotransfiziert. Am nächsten Tag wurden die Zellen mit vernetztem CD40L (200 ng/ml) stimuliert und mit dem konfokalen Laserscanning-Mikroskop analysiert. Die Abbildung zeigt die Zellen vor der Anregung und 10 Minuten (beide c-IAPs) oder 30 Minuten (TRAF1) nach der Stimulation. Ergebnisse 53 3.1.10 TRAF2 spielt eine Schlüsselrolle in der pro-apoptotischen Kooperation zwischen TNF-R1 und TNF-R2 Unter Berücksichtigung aller bisher präsentierten biochemischen und mikroskopischen Daten konnte ein Modell der pro-apoptotischen Kooperation zwischen TNF-R1 und TNF-R2 formuliert werden (siehe Abb. 25). Im Mittelpunkt des Modells steht TRAF2, das eine Schlüsselrolle sowohl in den TNF-R1- als auch in den TNF-R2-vermittelten Signalwegen spielt. Das TRAF2-Molekül wirkt in dem TNF-R1Signalweg anti-apoptotisch, indem es nicht nur die NF-kB-abhängige Induktion von Schutzproteinen (cIAP1/2, TRAF1) vermittelt sondern auch ihre Rekrutierung in den TNF-R1-Signalkomplex bewerkstelligt, wodurch die Entstehung eines Caspase-8aktivierenden TNF-R1-Signalkomplexes inhibiert wird. Die TNF-R2-induzierte TRAF2-depletion kann den TNF-R1-vermittelten Zelltod auf zwei Ebenen verstärken: über die Inhibierung der Induktion der Schutzproteine und über die Depletion dieser Proteine aus dem TNF-R1-Signalkomplex. Die beiden TNF-Rezeptoren kompetieren demnach um TRAF2-Protein und um die mit ihm assoziierten Schutzfaktoren. Das Modell erklärt die Verstärkung des TNF-R1-vermittelten Zelltodes sowie die Inhibierung der TNF-R1-induzierten NF-κB-Aktivierung durch den TNF-R2 für alle drei Experimentalbedingungen: exklusive TNF-R1-Stimulation, TNF-R1/TNF-R2Kostimulation und TNF-R2-Vorstimulation (siehe Diskussion). Ergebnisse 54 3.2 Analysen zur Rezeptor-Ligand Interaktion in Zell-Zell-Kontakten In allen bisher beschriebenen Experimenten wurden die Zellen ausschließlich mit löslichen, rezeptorspezifischen Reagenzien stimuliert. In vivo werden die Rezeptoren jedoch sehr oft durch membranständige Liganden stimuliert (siehe 1.2). Mit Hilfe von Kokulturen wurde deshalb Interaktionen zwischen den Rezeptoren der TNFRezeptorfamilie und ihren Liganden in Zell-Zell-Kontakten untersucht. 3.2.1 In Zell-Zell-Kontakten bilden CD40 und CD40L Superaggregate Um die Interaktion zwischen CD40 und seinem Ligand zu untersuchen, wurde eine HeLa-Zell-Linie etabliert, die stabil ein CD40-YFP-Fusionsprotein exprimiert (HeLaCD40-YFP). Die Rezeptorexpression wurde in konfokaler Laserscanning-Mikroskopie direkt analysiert, wobei eine homogene Verteilung des Moleküls in der Membran festgestellt wurde. CD40L wurde als Fusionsprotein mit CFP transient in HeLa-Zellen exprimiert. Auch dieses Molekül wurde membranständig exprimiert (Abb. 14a). Um die Rezeptor-Ligand-Interaktion zu untersuchen, wurden die beiden Zellpopulationen über Nacht kokultiviert und anschließend mittels Laserscanning-Mikroskopie analysiert, wobei YFP und CFP getrennt angeregt wurden. Die Analyse der YFP- und CFP-Fluoreszenz zeigen, dass CD40-YFP und CFP-CD40L große Aggregate miteinander bilden. Die weiße Färbung an den jeweiligen Kontaktflächen zwischen den Zellen zeigt, dass beide Moleküle kolokalisieren (Abb. 14b). Da in manchen Fällen Rezeptor und Ligand beinahe quantitativ in die Rezeptor-Ligand- Kontaktstrukturen rekrutiert werden, wurde der Einsatz eines Nukleusmarkers notwendig. In einer Kokultur aus HeLa-CD40-YFP-Zellen mit HeLa-Zellen, die pECFP exprimierten, wurde keine Aggregation des Rezeptors beobachtet (Abb. 14c). Ergebnisse A 55 E inze lkultu re n H e L a-C D 4 0 -Y FP H e L a/C F P -C D 4 0 L 8 µM 8 µM K oku ltu r B C D 40-Y F P C F P -C D 4 0L 4 µM C H e L a-C D 4 0 -Y FP 4 µM H e L a/p E C FP 8 µM 4 µM O ve rla y 8 µM Abb. 14: In Zell-Zell-Kontakten bilden CD40 und CD40L grosse Aggregate. (A) HeLa-CD40-YFPund HeLa-Zellen, die mit Expressionsplasmiden für CFP-CD40L und YFP-Nuc transfiziert wurden, wurden entweder getrennt (A) oder zusammen (B) über Nacht kultiviert. Am nächsten Tag wurden die Einzelkulturen und die Kokulturen mit dem Laserscanning-Mikroskop analysiert. Die CFPFusionsproteine wurden mit einer Wellenlänge von 458 nm angeregt, die YFP-Fusionsproteine mit 514 nm. Die Anregung erfolgte sequenziell. Die Overlay-Bilder entstanden durch Aufeinanderlegung von entsprechenden Bilder aus dem CFP- bzw. in YFP-Kanal. (C) HeLa-CD40-YFP-Zellen wurden über Nacht mit HeLa-Zellen, die CFP exprimieren, über Nacht kokultiviert und am nächsten Tag mit dem Laserscanning-Mikroskop analysiert. Ergebnisse 56 3.2.2 Rezeptor-Ligand-Komplexe entstehen innerhalb von 30 Minuten nach dem Zustandekommen eines Zell-Zell-Kontakts Um die Zeitkinetik der Entstehung von Rezeptor-Ligand-Komplexen in Zell-ZellKontakten aufzuklären, wurden HeLa/CFP-CD40L-Zellen 24 Stunden nach der Elektroporation geerntet und direkt auf adhärent angewachsene HeLa-CD40-Zellen gegeben. Ab diesem Zeitpunkt wurden die Zellen kontinuierlich mit dem konfokalen Laserscanning-Mikroskop beobachtet. H e la - C D 40-YFP + H e La / C F P-C D 40L 2’ 6’ 10’ 14’ 18’ 22’ 26’ 30’ Z um Z eitpu n kt 0 : In d u ktio n Z ug a b e vo n H e la /C F P -C D 40 L -Z e lle n 8 µM 6 Abb. 15: Kinetik der CD40-CD40L-Komplexbildung in Zell-Zell-Kontakt. HeLa-Zellen (3x10 ) wurden mit einem Expressionsplasmid für CFP-CD40L (10 µg) elektroporiert und in einer 10 cm Petrischale über Nacht kultiviert. Am nächsten Tag wurden die Zellen abgeschabt, kurz zentrifugiert, in 300 µl konditioniertem Medium aufgenommen und sofort auf die HeLa-CD40-YFP-Zellen (kultiviert in 3 cm Mikroskopie-Schälchen) pippetiert. Mit der Beobachtung geeigneter Zellen, die gerade in Kontakt treten, wurde 2 Minuten nach der Induktion begonnen, wobei jede Minute ein Bild erstellt wurde. Die Anregung beider Fusionsproteine erfolgte sequenziell (YFP: 514 nm, CFP: 458 nm). Ergebnisse 57 In Abb. 15 wurde die Entstehung eines Rezeptor-Ligand–Super-Aggregats beim Zusammenkommen dreier Zellen dokumentiert. Schon 14 Minuten nach der „Induktion“ (Zugabe von Effektor-Zellen) konnten eine deutliche Kolokalisation von Rezeptor und Ligand in Aggregaten in den Zell-Zell-Kontakten detektiert werden. Die beiden CD40-YFP-Zellen, die in Kontakt mit einer CFP-CD40L-positiver Zelle treten, zeigen eine deutliche „Verschiebung“ der CD40-YFP-Fluoreszenz in die Region des Zell-Zell-Kontaktes. Im übrigen Membranbereich wurde entsprechend eine Abnahme der Fluoreszenz beobachtet. Die CD40-YFP-Zelle (oben im Bild), die kein Kontakt zu der CFP-CD40L-positiven Zelle hatte, zeigte keine „Umverteilung“ des Rezeptors. Es wurde lediglich eine leichte allgemeine Abnahme der Fluoreszenz durch wiederholtes Scannen beobachtet. Um die Entstehung von Rezeptor-Ligand-Komplexen in ZellZell-Kontakten detaillierter darstellen zu können, wurde eine avi-Datei erstellt (01.avi, beigefügte CD). Insgesamt wurden 40 Minuten nach der Induktion in Zeitabschnitten von jeweils 60 Sekunden zusammengefasst. 3.2.3 In Zell-Zell-Kontakten bilden TNF-R2 und membranständiges TNF Superaggregate Um zu klären, ob der TNF-R2 und sein Ligand membranständiges TNF (memTNF) ähnliche Strukturen in Zell-Zell-Kontakten ausbilden wie CD40 und CD40L, wurden HeLa-TNF-R2-CFP-Zellen und CHO-memTNF-Zellen 16 Stunden kokultiviert. Das membrangebundene TNF in den CHO-memTNF-Transfektanten trägt keinen Fluoreszenzmarker. Daher wurde der Zellkern mittels Transfektion mit YFP-Nuc gefärbt. Abbildung 16a zeigt, dass auch TNF-R2-CFP und memTNF in Zell-ZellKontakten Superaggregate bilden. In Kokulturen aus HeLa-TNF-R2-CFP mit WildtypCHO-Zellen entstanden keine Aggregate (Abb. 16b). Ergebnisse A H e La /T N F-R 2-C FP C H O /m e m TN F +Y FP-N uc 58 O v erla y 4 µM 4 µM B H e La /T N F-R 2-C FP C H O /Y FP-N u c O v erla y 4 µM Abb. 16: TNF-R2 und memTNF bilden in Zell-Zell-Kontakten Aggregate. HeLa-Zellen wurden mit einem Expressionsplasmid für TNF-R2-CFP, CHO-memTNF- sowie CHO-wt-Zellen mit einem Expressionsplasmid für YFP-Nuc elektroporiert. Anschließend wurden die Zellen über Nacht wie folgt zusammen kultiviert: HeLa/TNF-R2-CFP mit CHO-memTNF/YFP-Nuc (A) und HeLa/TNF-R2-CFP mit CHO/YFP-Nuc (B). Am nächsten Tag wurden die Kokulturen mit dem Laserscanning-Mikroskop analysiert. Die Anregung beider Fusionsproteine erfolgte sequenziell (YFP: 514 nm, CFP: 458 nm). Die Pfeile markieren TNF-R2-CFP/memTNF-Komplexe. 3.2.4 Innerhalb einer Zell-Zell-Kontaktfläche sind TNF-R2/memTNF- und CD40/CD40L- Komplexe getrennt Aus den bisherigen Daten ist ersichtlich, dass die Rezeptoren CD40 und TNF-R2 mit ihren korrespondierenden Liganden in Zell-Zell-Kontakten Aggregate bilden. Im Falle einer doppelten Interaktion (eine Zelle exprimiert beide Rezeptoren und eine andere beide Liganden) wurde untersucht, ob eine Vermischung oder eher eine Segregation der unterschiedlichen Komplexe innerhalb desselben Zell-Zell-Kontakts stattfindet. Es wurden folgende Zell-Linien hergestellt: HeLa-Zellen, die stabil (> als 95%) CD40 und transient TNF-R2-YFP exprimieren und CHO-Zellen, die stabil (> als 95%) Ergebnisse 59 memTNF und transient CFP-CD40L exprimieren. Nach der Kokultivierung über Nacht wurden die Zellen am Konfokal-Mikroskop analysiert. Es wurden mehrere Kontakte zwischen den verschiedenen Zelltypen detekiert (Abb. 17). Gleichmäßig durchmischte TNF-R2-YFP/memTNF- und CD40/CFP-CD40L-Komplexe sollten in einer vollständigen Kolokalisation daher in einer „weißen“ Färbung der Aggregate resultieren. Es wurde keine signifikante Kolokalisation von TNF-R2-CFP/memTNFund CD40/CFP-CD40L-Komplexen beobachtet. Innerhalb eines Zell-Zell-Kontakts wurden jeweils klar abgegrenzte CD40/CFP-CD40L- (cyan) und TNF-R2- YFP/memTNF-Komplexe (gelb) detektiert. K o ku ltu r: H e L a -C D 4 0 /TN F -R 2 -Y F P /C F P -N u c + C H O -m e m T N F /C FP -C D 4 0 L /Y FP -N uc C D 40 T N F -R 2 -Y FP T N F -R 2-Y F P C F P -C D 40 L C FP -C D 40 L m em T N F O verla y 4 µM Abb. 17: Innerhalb eines Zell-Zell-Kontakts sind TNF-R2/memTNF- und CD40/CD40LKomplexe getrennt. HeLa-CD40-Zellen wurden mit Expressionsplasmiden für TNF-R2-YFP und CFP-Nuc, CHO-memTNF-Zellen mit Expressionsplasmiden für CFP-CD40L und YFP-Nuc transfiziert. Die Zellen wurden über Nacht zusammen kultiviert und am nächsten Tag mit dem LaserscanningMikroskop analysiert. Ergebnisse 60 Abbildung 18 zeigt das Ergebnis eines Kontrollexperimentes, in dem TNF-R2 in Form von zwei unterschiedlichen Fusionsproteinen (CFP-bzw. YFP-gekoppelt) in HeLaZellen exprimiert wurde. Eine Kokultivierung dieser Zellen mit CHO-memTNF-Zellen führte zu einer Aggregation (weiße Färbung) beider TNF-R2-Fusionsproteine innerhalb desselben Zell-Zell-Kontaktes, was eine gleichwertige Beteiligung von beiden TNF-R2-Molekülen an den Rezeptor-Ligand-Komplexen beweist und zeigt, dass es keine spontane „Entmischung“ in den Aggregaten stattfindet. K o ku ltu r: H e L a /T N F -R 2 -Y F P /TN F-R 2 -C F P + C H O -m e m T N F/Y FP -N u c TN F-R 2-C FP m em TN F TN F-R 2-YFP CFP YFP O verlay 4 µM Abb. 18: Es findet keine spontane Entmischung der TNF-R2-CFP- und TNF-R2-YFP-Moleküle in den Rezeptor/Ligand-Aggregaten statt. HeLa-Zellen wurden mit Expressionsplasmiden für TNF-R2CFP und TNF-R2-YFP, CHO-memTNF-Zellen mit Expressionsplasmid für YFP-Nuc elektroporiert. Nach einer Kokultivierung über Nacht wurden die Zellen mit dem Laserscanning-Mikroskop analysiert. Die Anregung von CFP- bzw. YFP-Fusionsproteinen erfolgte sequenziell (YFP: 514 nm, CFP: 458 nm). Ergebnisse 61 3.2.5 Die Diffusionsrate von CD40 wird durch die Komplexbildung mit seinem Liganden stark erniedrigt Des Weiteren wurde untersucht, wie stabil die Bindung zwischen Rezeptor und Ligand in Zell-Zell-Kontakten ist. Dazu wurde die FLIP-Technik (Fluorescence Loss in Photobleaching) genutzt. Bei diesem Verfahren wird das Fluorophor überall in der Zelle kontinuierlich mit dem Laser des Laserscanning-Mikroskops gebleicht. Der Bereich mit den Rezeptor-Ligand-Aggregaten wurde dabei ausgespart. Alle 3 Minuten wurde ein Bild von der gesamten Zelle aufgenommen. Um sicherzustellen, dass die Neusynthese des CD40-YFP keine Rolle bei der Analyse von schon vorhandenen Rezeptor-Ligand-Komplexen spielt, wurden die Zellen in Anwesenheit von CHX (25 µg/ml) kultiviert. Abb. 19 zeigt, dass CD40-YFP in Komplexen mit CFPCD40L selbst nach 30 Minuten Bleichen immer noch gut detektierbar war. A C F P -K a n a l Y F P -K a n a l O ve rla y B B leichun gsregio n (1 0x3’) 8 µM 3’ 9’ 15’ 24’ 30’ Abb. 19: Die Beweglichkeit des CD40 wird durch Komplexbildung mit seinem Ligand stark erniedrigt. HeLa-CD40-YFP-Zellen wurden mit einem Expressionsplamid für CFP-Nuc und HeLaZellen mit Expressionsplasmiden für CFP-CD40L und YFP-Nuc elektroporiert und über Nacht zusammen kultiviert. Geeignete Kontaktstellen zwischen den Zellen wurden ausgesucht und mit dem Laserscanning-Mikroskop mittels FLIP analysiert. Die Untersuchung erfolgte in Anwesenheit von CHX (25 µg/ml), um die Neusynthese der Proteine zu unterbinden. Der rote Pfeil zeigt den Zellbereich (grüne Linie), in dem 10 x jeweils 3 Minuten lang mit 100% Laserstärke (514 nm) gebleicht wurde. Die Bilder unten zeigen Aufnahmen, die nach der angegebenen Gesamtbleichungsdauer erstellt wurden. Ergebnisse 62 In einem Kontrollexperiment (Abb. 20) mit nicht-aggregiertem CD40-YFP zeigte sich schon nach 6 Minuten eine deutliche Abnahme der Fluoreszenz in einer Membranregion, die vom Bleichen ausgespart war. H e L a -C D 4 0 -Y FP B le ich u n gsre g io n (10 x 3 ') vor 8 µM 3' 6' 9' 12' 15' Abb. 20: Das freie CD40 kann sich in der Membran bewegen. HeLa-CD40-YFP-Zellen wurden über Nacht kultiviert und am nächsten Tag mit dem Laserscanning-Mikroskop mittels FLIP analysiert. Die Untersuchung erfolgte in Anwesenheit von CHX (25 µg/ml), um die Neusynthese der Proteine zu unterbinden. Der rote Pfeil zeigt den Zellbereich (grüne Linie), in dem 10 x jeweils 3 Minuten lang mit 100% Laserstärke (514 nm) gebleicht wurde. Die Bilder zeigen Aufnahmen, die nach der angegebenen Gesamtbleichungsdauer erstellt wurden. Die Bindung zwischen CD40-YFP und CFP-CD40L ist stabil, so dass die Bewegung von CD40 in der Membran eingeschränkt wird. Die Fluoreszenzen in den vom Bleichen ausgesparten Regionen wurden für mehrere FLIP-Experimente quantitativ ausgewertet. Abb. 21 zeigt, dass die Halbwertszeit von CD40 im Komplex mit CD40L um das 10fache höher ist als die des freien Rezeptors. Analoge Experimente, einschließlich der mathematischen Auswertung, wurden sowohl für YFP-CD40Ligand als auch für TNF-R2-YFP durchgeführt, wobei die erzielten Ergebnisse vergleichbar mit denen für CD40-YFP waren. Beide Moleküle waren sehr stabil in den entsprechenden Aggregaten gebunden und konnten daher nicht in die BleichRegion wandern. Ergebnisse 63 R elatve F lu o reszenz (% ) 120 C D 40 100 C D 40/C D40L-K om plex 80 60 40 20 0 0' 3' 6' 9' 12' 15' 18' 21' 24' 27' 30' B leichu n gsd au er (m in ) Abb. 21: Die „Halbwertszeit“ des CD40-CD40L-Komplex ist ca. zehnfach höher als die des freien Rezeptors. Die Aufnahmen von mindestens 5 FLIP-Experimenten pro Gruppe wurden mit der Leica Confocal Software ausgewertet. Die mittleren Fluoreszenzintensitäten für die nicht gebleichten Zellbereiche wurden gegen die Bleichungsdauer aufgetragen. Die Daten geben die Mittelwerte ± SEM von Fünffachwerten an. 3.2.6 In Kokulturen sind die CD40/CD40L-Aggregate für mehrere Stunden stabil Im Folgenden wurde untersucht, wie lange ein Rezeptor-Ligand-Aggregat zwischen den Zellen bestehen bleibt. HeLa-CD40-YFP- und HeLa/CFP-CD40L-Zellen wurden über Nacht kokultiviert und am nächsten Tag am Laserscanning-Mikroskop analysiert. Eine geeignete Kontaktstelle zwischen Zellen mit gut detektierbaren Rezeptor-Ligand-Aggregaten wurde insgesamt 10 Stunden kontinuierlich beobachtet, wobei alle 20 Minuten ein Bild erstellt wurde. Die Neusynthese des CD40-YFP wurde wiederum durch CHX (25 µg/ml) inhibiert. Abbildung 22 macht deutlich, dass die CD40-YFP/CFP-CD40L-Aggregate zwar über mehrere Stunden erhalten bleiben aber ihre Form durchaus verändern und sich innerhalb der Kontaktstelle bewegen. Um die Dynamik aber gleichzeitig auch die Stabilität der CD40-YFP/CFP-CD40LKomplexe besser wiederzugeben, wurde eine avi-Datei erstellt, die auf der dieser Arbeit beigelegten CD zu finden ist (02.avi). Die im Film dokumentierte Gesamtzeitspanne beträgt 8 Stunden. Ergebnisse 64 K o ku ltu r: H e L a - CD40-YFP /C F P -N u c + H e La / CFP-CD40L /Y F P -N u c B egin n 1h 2h 3h 4h 5h 6h 7h 8h 4 µM Abb. 22: In Kokulturen sind CD40/CD40L-Aggregate für mehrere Stunden stabil. HeLa-CD40YFP-Zellen wurden mit einem Expressionsplasmid für CFP-Nuc, HeLa-Zellen mit Expressionsplasmiden für CFP-CD40L bzw. YFP-Nuc elektroporiert und gemeinsam über Nacht kultiviert. Am nächsten Tag wurde eine geeignete Kontaktstelle zwischen Zellen mit ausgeprägten Rezeptor-Ligand-Aggregaten für die Langzeitanalyse (8 Stunden) mit dem Laserscanning-Mikroskop ausgesucht. Alle 20 Minuten wurden Aufnahmen erstellt wobei CFP- bzw. YFP-Fusionsproteine sequenziell (YFP: 514 nm, CFP: 458 nm) angeregt wurden. In der Abbildung wurden Overlay-Bilder zusammengestellt. Der weiße Pfeil zeigt CD40-YFP/CFP-CD40L-Aggregate. Die Analyse wurde in Anwesenheit von CHX (25 µg/ml) durchgeführt. 3.2.7 TRAF2 wird in die TNF-R2/memTNF- Aggregate rekrutiert. Um zu klären, ob die Ligand-Rezeptor-Aggregate signalkompetente Komplexe enthalten, wurde die Rekrutierung von TRAF2, das bekannterweise nach Aktivierung an den TNF-R1 rekrutiert wird, untersucht. Es wurden SV80-TNF-R2-YFP-Zellen zusätzlich mit einem TRAF2-CFP Expressionsplasmid elektroporiert und über Nacht Ergebnisse 65 mit CHO-memTNF/CFP-Nuc-Zellen kokultiviert. Eine quantitative TRAF2-CFPRekrutierung an den TNF-R2-YFP/memTNF-Komplex (weiße Aggregate) wurde im Zell-Zell-Kontakt detektiert (Abb. 23). Die TRAF2/TNF-R2/memTNF-Komplexe blieben über mehrere Stunden in einem bestehenden Zell-Zell-Kontakt erhalten. Abb. 24 bestätigt also nochmals, dass die Rezeptor-Ligand-Aggregate zwar ihre Form und Position ändern, aber dennoch erhalten bleiben. Zum anderen deutet die Kolokalisation mit TRAF2-CFP darauf hin, dass der TNF-R2 in den Aggregaten signalfähig ist. Auch für diese Analysen wurde eine avi-Datei erstellt (03.avi, beigelegte CD), die 8 Stunden Beobachtungszeit zusammenfasst. K okultur: S V 8 0- TNF-R2-YFP / TRAF2-CFP + C H O -m em T N F /C F P -N uc B e g in n 1h 2h 3h 4h 5h 6h 7h 8h 4 µM Abb. 23: TRAF2 wird in TNF-R2/memTNF-Komplexe rekrutiert. SV80-TNF-R2-YFP-Zellen wurden mit einem Expressionsplasmid für TRAF2-CFP und CHO-memTNF-Zellen mit einem Expressionsplasmid für CFP-Nuc elektroporiert und gemeinsam über Nacht kultiviert. Am nächsten Tag wurde ein Zell-Zell-Kontakt mit Ligand/Rezeptor-Komplexen, an die TRAF2-CFP rekrutiert war, für die Langzeitanalyse (8 Stunden) mit dem Laserscanning-Mikroskop ausgesucht. Alle 20 Minuten wurden Aufnahmen erstellt, wobei CFP- bzw. YFP-Fusionsproteine sequenziell (YFP: 514 nm, CFP: 458 nm) angeregt wurden. Der weiße Pfeil zeigt memTNF/TNF-R2-YFP/TRAF2-CFP-Aggregate. Ergebnisse 66 3.2.8 Die Stimulation mit löslichem CD40L führt zur Internalisierung des Rezeptors und seinem Abbau innerhalb von 3h Um die Rezeptor-Ligand-Komplexe nach Stimulation mit löslichem Liganden zu untersuchen, wurden HeLa-CD40-YFP-Zellen mit einem Expressionsplasmid für CFP-gekoppelten Unstimulierte Membranmarker Zellen zeigten elektroporiert eine und deutliche über Nacht Kolokalisation kultiviert. zwischen membranständigem Rezeptor und der Plasmamembran (weiße Färbung) (Abb. 24 „vor“). Schon 10 Minuten nach der Stimulation mit löslichem, vernetztem CD40Ligand wurden gelbe CD40-YFP-Aggregate, gleichmäßig verteilt über die ganze Zellmembran, beobachtet. Diese trennten sich von der cyangefärbten Plasmamembran und verschwanden fast vollständig innerhalb von 3 Stunden (Abb. 24), was auf eine Internalisierung und den Abbau von CD40-YFP hindeutet. Die Protein-Neusynthese wurde durch CHX-Behandlung unterbunden. 60 Aufnahmen, die insgesamt 5 Stunden nach der Stimulation wiedergeben, wurden in einer weiteren avi-Datei (04.avi, beigelegte CD) zusammengefasst. Ergebnisse 67 H eL a-C D 40-Y FP /m em C FP vo r 1 0’ S tim u la tio n: CD40L + M 2 3 0’ 1h 1 h 3 0’ 2h 2 h 3 0’ 3h 8 µM Abb. 24: Stimulation mit löslichen CD40L-Komplexen führt zur Internalisierung des Rezeptors. HeLa-CD40-YFP-Zellen wurden mit einem Expressionsplasmid für memCFP (Clontech) elektroporiert und über Nacht kultiviert. Am nächsten Tag wurden die Zellen mit dem Laserscanning-Mikroskop analysiert und dabei mit CD40L-Flag (200 ng/ml), der mit dem anti-Flag mAk M2 (1 µg/ml) quervernetzt wurde, stimuliert. Alle 5 Minuten wurden Aufnahmen erstellt, wobei CFP- bzw. YFPFusionsproteine sequenziell (YFP: 514 nm, CFP: 458 nm) angeregt wurden. Die Gesamtanalyse wurde in Anwesenheit von CHX (25 µg/ml) durchgeführt. Diskussion 68 4 Diskussion Auf der Grundlage der vorgestellten Daten wurde ein Modell der apoptotischen Kooperation zwischen dem TNF-R1 und den TRAF2-bindenden Nicht- Todesrezeptoren der TNF-Rezeptorfamilie formuliert (Abb. 14). Das Modell erklärt die Verstärkung des TNF-R1-vermittelten Zelltodes sowie die Inhibition der TNF-R1induzierten NF-κB-Aktivierung Experimentalbedingungen: durch exklusive den TNF-R2 für TNF-R1-Stimulation, drei typische TNF-R1/TNF-R2- Kostimulation und TNF-R2-Vorstimulation. E xklusive TN F-R1S tim ulation TNF-R1 / TNF-R2Kostim ulation TN F -R2 TN F -R1 TNF-R1 TNF-R2 T2 T2 T2 IAP 2 IAP 1 &DV T1 &DV T2 T2 T2 IAT P1 2IA P 1 T1 T2 G e nin du ktion A pop tose A p o p to se T1 IAP 2 IAP 1 G eninduktion IA P 1 IA P1 IA P 2 IA P2 T1 TN F-R2-Vorstim ulation T N F -R 2 T N F -R 1 T2 &DV T2 IA P2IA P1 T1 T2 G e nin duktion A p op to se IA P1 IA P2 Abb. 25: Modell der pro-apoptotischen Kooperation zwischen TNF-R1 und TNF-R2. Diskussion 69 Exklusive TNF-R1-Stimulation. Die exklusive TNF-R1-Stimulation führt unmittelbar zur Aktivierung des NF-κB-Signalwegs und zur Induktion NF-κB-abhängiger Gene (Abb. 3). Die Bildung eines pro-apoptotischen TNF-R1-Signal-Komplexes hingegen erfolgt um einige Stunden verzögert, was sich in der Zeitkinetik der TNF-induzierten Caspse-8-Aktivierung Transkriptionsfaktors widerspiegelt NF-κB führt (Abb. unter 7). Die anderem zur Aktivierung Synthese von des anti- apoptotischen Proteinen wie TRAF1 (Schwenzer et al., 1999; Wang et al., 1998), cIAP1 (Wang et al., 1998), cIAP2 (Chu et al., 1997; Wang et al., 1998), cFLIP (Kreuz et al., 2001) und Bfl-1/A1 (Lee et al., 1999). Für alle diese Proteine mit Ausnahme von Bfl-1 wurde eine Interaktion mit TRAF2 nachgewiesen. Bfl-1 scheint an der apoptotischen TNF-R1/TNF-R2-Kooperation nicht wesentlich beteiligt zu sein, da es in HeLa-Zellen, die in dieser Arbeit untersucht wurden, kaum detektierbar ist. Auch eine direkte Beteiligung von cFLIP am apoptotischen TNF-R1/TNF-R2„Crosstalk“ scheint unwahrscheinlich, obwohl cFLIP an TRAF2 binden kann. In vielen Zell-Linien,u.a. auch in HeLa-Zellen, erfolgt die Todesrezeptoren-vermittelte Apoptose nur in Anwesenheit von CHX. Dies impliziert die Existenz eines CHXsensitiven, anti-apoptotischen Faktors, dessen Expression zunächst inhibiert werden muss. Mehrere Gruppen konnten zeigen, dass cFLIP sehr sensitiv auf metabolische Inhibitoren wie Actinomycin D oder CHX reagiert (Griffith et al., 1998; Kreuz et al., 2001; Leverkus et al., 2000; Wajant et al., 2000). Die apoptotische TNF-R1/TNF-R2Kooperation findet jedoch auch in Jurkat-TNF-R2-Zellen in Abwesenheit von CHX statt. In diesen Zellen ist cFLIP nicht detektierbar und wird nach der Stimulation mit TNF nicht induziert. Die CHX-Abhängigkeit der TNF-induzierten Apoptose blieb auch bei einer Vorstimulation des TNF-R2 bestehen. Auch dies spricht dafür, dass der CHX-sensitive Faktor sich von den NF-κB-induzierbaren anti-apoptotischen Proteinen unterscheidet. Ein weiterer Hinweis für die Unabhängigkeit der TNFR1/TNF-R2-Kooperation von cFLIP ist die Tatsache, dass die TNF-R2-Vorstimulation selektiv nur den TNF-vermittelten Zelltod verstärkt und keinerlei Einfluss auf die TRAIL-, bzw. Fas-induzierte Apoptose hat, obwohl beide Liganden in Anwesenheit von CHX zur Induktion der Apoptose in HeLa-Zellen fähig sind. Die anti-apoptotischen Moleküle cIAP1, cIAP2 und TRAF1 stellen die molekulare Basis für die Regulation der pro-apoptotischen TNF-R1/TNF-R2-Kooperation dar. Es wurde gezeigt, dass diese Schutzproteine an TRAF2 binden und nach der TNF- Diskussion 70 Stimulation in den TNF-R1-Signalkomplex rekrutiert werden. Dort inhibieren sie die FADD-vermittelte Caspase-8-Aktivierung und schützen die Zellen vor der TNFinduzierten Apoptose. Nur in wenigen Zellen ist das Gleichgewicht in Richtung des TRADD/FADD/Caspase-8-Signalkomplexes verschoben. Interessanterweise wurde eine direkte inhibitorische Wirkung freier cIAPs nur für Caspase-3 und –7, nicht aber für Caspase-8 gezeigt (Roy et al., 1997). Die Inhibierung der Caspase-8 durch cIAPs könnte dadurch erklärt werden, dass erst nach der Rekrutierung der Proteine in den aktivierten TNF-R1-Komplex die c-IAPs und Caspase-8 in eine räumliche Nähe kommen, die die Inhibierung der Caspase ermöglicht. Die potenten antiapoptotischen Eigenschaften des TRAF2/TRAF1/cIAP1/cIAP2-Komplexes konnten Wang et al. demonstrieren (1998). Nur die Koexpression aller vier Proteine konnte in dieser Studie die p65-defizienten Fibroblasten vor der TNF-induzierten Apoptose schützen. TNF-R2-Vorstimulation. Die Vorstimulation des TNF-R2 für mehrere Stunden führt zur TRAF2-Depletion aus dem Zytoplasma (Abb. 6). Dies hat zweierlei Konsequenzen für die TNF-R1-Signaltransduktion. Mehrere Arbeiten zeigen, dass TRAF2 eine kritische Rolle bei der TNF-R1-induzierten NF-κB-Aktivierung spielt (Devin et al., 2000; Devin et al., 2001; Tada et al., 2001). In Übereinstimmung hiermit inhibiert die TNF-R2-induzierte TRAF2-Depletion die NF-κB-abhängige Expression von Schutzproteinen (Abb. 5A). Des weiteren werden die anti-apoptotischen Moleküle, die schon im Zytoplasma vorhanden sind, bzw. trotz NF-κB-Inhibition produziert werden, nicht effektiv an den TNF-R1 rekrutiert, da auch dieser Schritt TRAF2-abhängig verläuft. Beides erleichtert die Bildung des apoptotischen TNF-R1Signalkomplexes und die Zellen werden gegenüber der TNF-R1-induzuierten Apoptose massiv sensitiviert. TNF-R1/TNF-R2-Kostimulation. Bei der Kostimulation der beiden TNF-Rezeptoren ist die TNF-R1-vermittelte NF-κB-Aktivierung nicht inhibiert (Abb. 5B), da sie schneller als die TNF-R2-induzierte TRAF2-Depletion abläuft (Abb.3 und Abb. 9C). Die Gene für die Schutzfaktoren werden normal aktiviert und die Biosynthese der Proteine eingeleitet. Während der „langsamen“ Biosynthese schreitet jedoch die TNF-R2-induzierte TRAF2-Depletion voran. Die Rekrutierung der neusynthetisierten anti-apoptotischen Proteine an den TNF-R1 wird nun wegen fehlender TRAF2Molekülen erheblich beeinträchtigt. Darüber hinaus kompetieren der TNF-R1 und der TNF-R2 um die vorhandenen TRAF2/Schutzfaktoren-Komplexe. Eine Verstärkung Diskussion 71 der TNF-R1-induzierten Apoptose wird trotz der funktionierenden TNF-vermittelten NF-κB-Aktivierung beobachtet. Die Sensitivierung der Zellen gegenüber dem TNFinduziertem Zelltod ist jedoch schwächer als im Falle der TNF-R2-Vorstimulation. Da alle Experimente, die zur Formulierung des Modells führten, in Tumorzellen durchgeführt wurden, stellt sich die Frage nach der physiologischen Bedeutung der TNF-R1/TNF-R2- Kooperation. Folgende, aus der Literatur bekannte, Prozesse können auf die Kooperation der TNF-Rezeptoren zurückgeführt werden. Beide TNFRezeptoren sind an der Induktion von AICD (activation-induced cell death) in CD8+T-Zellen beteiligt (Speiser et al., 1996; Zheng et al., 1995). Eugster et al. konnten zeigen, dass bei der MOG (myelin oligodendrocyte glycoprotein)-induzierten experimentellen allergischen Enzephalomyelitis (EAE) beide TNF-Rezeptoren eine wichtige Rolle spielen (1999). In Studien mit TNF-Rezeptor-defizienten Mäusen wurde der TNF-R1 als der Hauptmediator der Krankheit identifiziert, der für die Schwere der Symptome (u.a. die Zerstörung der Myelinschicht) verantwortlich ist. Dem TNF-R2 konnte dagegen eine protektive Wirkung zugeschrieben werden. So zeigten die TNF-R2-defizienten Mäuse einen schwären Phänotyp und eine deutliche Demyelinierung der Nervenzellen im Gehirn und im Rückenmark. Diese Beobachtung konnte, entsprechend dem postulierten Modell, mit einer fehlenden Inhibierung der TNF-R1-induzierten NF-κB-Aktivierung von Seite des TNF-R2 erklärt werden. Aus Experimenten mit TNF-R2-defizienten Mäusen wurden Erkenntnisse gewonnen, die dem TNF-R2 eine wichtige Rolle bei der Inhibition von TNF-induzierten inflammatorischen Reaktionen zuschreiben (Peschon et al., 1998). So zeigen TNFR2-defiziente Mäuse einen erhöhten TNF-Spiegel in Serum nach der Stimulation mit Endotoxin. Der Mechanismus dieser negativen Regulation scheint jedoch TNF-R1unabhängig zu sein, da die TNF-R1-vermittelte Signaltransduktion in diesen Mäusen unbeeinflusst blieb. Yang et al. zeigten eine synergistische Wirkung der beiden TNF-Rezeptoren bei der Induktion von Apoptose in naiven T-Zellen aus dem Rückenmark (2001). Sie postulierten, dass die erhöhte TNF-Sensitivität der T-Zellen aus dem Rückenmark erklärt, warum es bei der Transplantation von Blut aus dem Rückenmark viel seltener zu einer „Transplantat gegen Wirt“-Krankheit Transplantation von Blutzellen aus der Peripherie. kommt als im Falle einer Diskussion 72 TRAF2-Degradation. Im Mittelpunkt des präsentierten Modells steht die TNF-R2induzierte TRAF2-Depletion, die innerhalb von ca. 6 Stunden nach der Stimulation erfolgt. In diesem Zeitfenster wird das TRAF2-Protein lediglich aus einer detergenzlöslichen in eine detergenzunlösliche Fraktion transloziert. Wird jedoch der TNF-R2 für 16 Stunden stimuliert, so wurde auch eine TRAF2-Degradation beobachtet (Abb. 9D). Obwohl sie für die apoptotische TNF-R1/TNF-R2-Kooperation nicht relevant zu sein scheint, gibt es in der Literatur viele Hinweise die belegen, dass die TRAF2-Degradation eine wichtige Rolle bei der Autoregulation von TRAFabhängigen Signalwegen spielt. Brown et el. zeigten, dass die Aktivierung von CD40 die Degradation von TRAF2 und TRAF3 induziert (2001). Dabei ist die TRAF-Bindung an den Rezeptor für den späteren Abbau durch das Proteasom unerlässlich. Dem Epstein-Barr-VirusOnkoprotein LMP1 (latent membrane protein 1), das ähnlich wie CD40 TRAF2 und TRAF3 rekrutiert und seine Signaltransduktion aus lipidreichen Membranrafts initiiert, fehlt die Fähigkeit, eine TRAF2/3-Degradation zu vermitteln. LMP1 nutzt also einen modifizierten CD40-Signalweg und kann als Modell für einen konstitutiv aktiven CD40 aufgefasst werden (Brown et al., 2001). Die Konsequenzen dieser fehlenden TRAFDegradation sind eine erhöhte B-Zell-Aktivierung sowie die erleichterte Transformation von B-Zellen. 1997 wurde für CD30 demonstriert, dass alleine die Überexpression des Rezeptors hinreichend ist, um die TRAF2-Degradation zu induzieren (Duckett und Thompson, 1997). Dieser proteolytische Abbau setzt die Rekrutierung des Proteins an CD30 voraus und kann durch Proteasom-Inhibitoren gehemmt werden. Die TRAF2-Degradation scheint also eine allgemeine Eigenschaft TRAF2-bindender Rezeptoren zu sein. In letzter Zeit wurde der molekulare Mechanismus der TRAF2-Degradation intensiv erforscht. Eine zentrale Rolle hat dabei cIAP1, dem eine Ubiquitin-Protein-Ligase Aktivität nachgewiesen wurde (Yang et al., 2000). Die E3 Ligase-Aktivität wurde der RING-Domäne des cIAP1 zugeschrieben. Die cIAP1-Überexpression resultierte in einer schnellen Autoubiquitinierung des Proteins und seiner proteosomalen Degradation. Neben der Autoubiquitinierung kann cIAP1 auch andere Proteine wie Caspase-3 und –7 für den proteosomalen Abbau durch Ubiquitinierung markieren. Insbesondere wurde TRAF2 als ein weiteres Substrat für cIAP1 identifiziert (Li et al., 2002). In Jurkat-TNF-R2-Zellen führt die TNF-induzierte Rekrutierung von TRAF2 und cIAP1 an den TNF-R2 zur Ubiquitinierung des TRAF2 und anschließender Diskussion 73 Degradation. Dieser Prozess ist streng von der Ligase-Aktivität des cIAP1 abhängig und selektiv für TRAF2. Obwohl TRAF1 auch an den TNF-R2 rekrutiert wird, wurde keine Ubiquitinierung des TRAF1 beobachtet. Die neuesten Literaturdaten zeigen, dass die RING-Domäne von TRAF2 für die Ubiquitinierung und Degradation des Proteins unentbehrlich ist. Die TRAF2-RING-Domäne selbst wird jedoch nicht ubiquitiniert (Brown et al., 2002). Es wird auch keine Protein-Ubiquitin-LigaseAktivität für TRAF2 beschrieben. Dass TRAF-Proteine durchaus als E3-Ligasen wirken können, wurde für TRAF6 gezeigt (Deng et al., 2000), obwohl dort die Ubiquitinierung nicht dem Abbau sondern der Aktivierung des IKK-Komplexes dient. Im vorgeschlagenen Modell der apoptotischen TNF-R1/TNF-R2-Kooperation spielt die TRAF2-Degradation keine entscheidende Rolle. Die Verstärkung der TNF-R1induzierten Apoptose korreliert mit der Zeitkinetik der TRAF2-Depletion aus dem Zytoplasma und erfolgt in einer Zeit, in der die TRAF2-Degradation noch nicht im signifikanten Ausmaß stattfindet. Arch et al. bestätigten (2000), dass alleine die Rezeptor-induzierte TRAF2-Depletion aus dem Zytoplasma für die Sensitivierung der Zellen gegenüber dem TNF-R1-vermittelten Zelltod ausreichend ist. Sie konnten zeigen, dass die Stimulation von Nicht-Todesrezeptoren der TNF-R-Familie: CD30, 4-1BB und OX-40 eine TRAF2-Translokation aus der detergenzlöslichen in die detergenzunlösliche Fraktion bewirkt und somit die TNF-R1-induzierte Apoptose verstärkt. Aus der Analyse der Interaktion zwischen dem TNF-R2 und dem membranständigen TNF wurde geschlossen, dass die in Zell-Zell-Kontakten entstandenen RezeptorLigand-Aggregate signalfähige TNF-R2-Komplexe enthalten. TRAF2-CFP wurde fast quantitativ in die Rezeptor-Ligand-Komplexe rekrutiert und blieb dort stabil über mehrere Stunden gebunden (Abb. 23). Es wurde dabei keine Degradation des Moleküls beobachtet. Dies könnte mit der unzureichenden Menge an cIAP1, das nach Li et al. für die TRAF2-Ubiqitinierung verantwortlich ist, erklärt werden. Die Menge an den c-IAP-Proteinen wird streng reguliert und durch Autoubiquitinierung auf einem niedrigen Niveau gehalten, so dass möglicherweise das überexprimierte TRAF2 nicht effektiv abgebaut werden kann. Rezeptor-Internalisierung. Die meisten Moleküle der TNF-Liganden-Familie kommen in zwei bioaktiven Formen vor: als Typ II-Membranproteine bzw. als lösliche Proteine (Vgl. 1.2). Die beiden Formen des Ligands unterscheiden sich oft in ihrer Fähigkeit, den korrespondierenden Rezeptor zu aktivieren. So bindet z.B. lösliches Diskussion 74 TNF zwar an beide TNF-Rezeptoren, hat jedoch eine 20fach niedrigere KD für den TNF-R1 im Vergleich zum TNF-R2. Daher wird vor allem TNF-R1 aktiviert und nur in sehr geringem Maße oder gar nicht der TNF-R2. Membranständiges TNF hingegen kann beide TNF-Rezeptoren aktivieren und somit sowohl die TNF-R1- als auch die TNF-R2-vermittelten Antworten induzieren. Untersuchungen von Schütze et al. (1999) zeigen, dass durch die Hemmung der TNF-R1-Internalisierung einige TNF-R1-vermittelte zelluläre Antworten z.B. ASMaseStimulation, JNK-Aktivierung und Apoptose inhibiert werden. Bei der Stimulation mit memTNF ist eine Internalisierung in der Form wie mit sTNF kaum möglich. Daher kann spekuliert werden, dass sTNF und memTNF teilweise unterschiedliche molekulare Mechanismen für die Signaltransduktion verwenden. Die Untersuchungen der Stabilität der Rezeptor-Ligand-Supperaggregate zeigen, dass tatsächlich im Falle der Stimulation mit dem membranständigen Liganden (memTNF, CD40L) keine Internalisierung der Rezeptorkomplexe stattfindet. Trotzdem sind die Rezeptorkomplexe signalfähig, wie durch die TRAF2-Rekrutierung in die RezeptorLigand-Aggregate demonstriert wurde. Ruuls et al. (2001) konstruierten Mäuse, in denen das Gen für Wildtyp-TNF gegen das Gen für die nicht spaltbare membranständige Variante des TNF ausgetauscht wurde. Obwohl memTNF viele TNF-R-vermittelten Antworten analog zum Wildtyp-TNF untersützt, reicht seine Wirkung nicht, um inflammatorische Reaktionen bei der experimentellen allergischen Enzephalomyelitis (EAE) zu induzieren. So ist der EAE-Phänotyp in Mäusen, die die nicht spaltbare Variante des memTNF exprimieren, im Vergleich zum Krankheitsbild aus WT-Mäusen stark reduziert. Diese Studie unterstreicht, dass lösliches TNF (und somit der TNF-R1) für die optimalen inflammatorischen Antworten wichtig ist, wogegen das membranständige TNF vor allem die Entwicklung von sekundären Lymphorganen und die Expression der Chemokine unterstützt (Ruuls et al., 2001). Die Interaktion zwischen CD40 und CD40L reguliert eine Vielzahl verschiedener Funktionen des Immunsystems: insbesondere die Funktion der B-Zellen. So reguliert CD40 in diesen Zellen „Isotype Switching“, Proliferation und Expression von Oberflächenproteinen. Mutationen im Bereich des CD40L-Gens führen zum HyperIgM-Syndrom, das durch die Unfähigkeit der B-Zellen zum Isotypen-Wechsel (Allen et al., 1993) charakterisiert wird. CD40 wird jedoch nicht nur in B-Zellen, sondern auch in vielen Antigen-präsentierenden Zellen (APC) wie Makrophagen, dendritischen Zellen und Fibroblasten exprimiert. Da die aktivierten T-Zellen CD40L Diskussion 75 exprimieren, wird die T-Zell/APC-Wechselwirkung stark durch CD40/CD40LInteraktion moduliert. Die kritische Beteiligung des CD40-CD40L-Systems an der Pathogenese von chronischen inflammatorischen Erkrankungen wurde bereits für multiple Sklerose (Tan et al., 1999) und Arteriosklerosis (Mach et al., 1998) nachgewiesen. Die Interaktion CD40-CD40L stellt den kritischen kostimulatorischen Signalweg dar, der zur vollen T-Zell-Aktivierung bei autoimmunen Erkrankungen führt. So wird der CD40-CD40L-Wechselwirkung eine wichtige Rolle bei der Pathogenese der rheumatoidalen Arthritis (Kyburz et al., 2000; Aarvak et al., 2001)) und des systematischen Lupus Erythrometosus zugeschrieben (Desai-Mehta et al., 1996). In Rahmen dieser Arbeit konnte gezeigt werden, dass CD40 und CD40L in Zell-ZellKontakten sehr stabile Supperaggregate bilden. Die Rezeptor-Ligand- Superaggregate entstehen innerhalb von 30 Minuten nach der Induktion (Abb. 15). Die molekularen Komponenten, die an diesem Prozess beteiligt sind, sind unbekannt. Es ist bemerkenswert, das sich der Rezeptor und sein Ligand fast unmittelbar nach dem ersten Berühren der Zellausläufer sehr schnell aufeinander zubewegen. Es wäre denkbar, dass das gerichtete „Wandern“ der Moleküle vom Zytoskelett aktiv unterstützt wird. Erste Experimente zeigen jedoch, dass die Entstehung der Rezeptor-Ligand-Aggregate Aktin-unabhängig verläuft. Die Destabilisierung von Aktinfilamenten hatte keinen inhibierenden Effekt, weder auf die Zeitkinetik der Aggregat-Bildung noch auf die Stabilität der Rezeptor-LigandKomplexe. Neue Publikationen belegen, dass die CD40-vermittelte Signaltransduktion in Membran- bzw. Lipid-Rafts initiiert wird (Vidalain et al., 2000; Pham et al., 2002). Die Behandlung der Zellen mit β-Methyl-Cyclodextran, das durch Entziehen des Cholesterols aus den Lipid-Rafts deren Desorganisation bewirkt, hatte in der hier durchgeführten Studie keinen Einfluss auf die Bildung der RezeptorLigand-Aggregate. Eine denkbare Erklärung für die Unstimmigkeit mit den Literaturdaten könnte der Gebrauch unterschiedlicher Zelltypen sein. So wurden Experimente, die Rafts-Abhängigkeit der CD40-vermittelten Signalwege zeigen, vor allem in T-, B-Zellen und dendritischen Zellen durchgeführt. In dieser Arbeit wurde jedch mit adhärenten Zellen gearbeitet (HeLa, CHO). Literaturverzeichnis 76 5 Literaturverzeichnis Aarvak, T., and Natvig, J.B. (2001). Cell-cell interactions in synovitis: antigen presenting cells and T cell interaction in rheumatoid arthritis. Arthritis Res. 3(1): 13-17. Adolf, R.A., Grell, M., and Scheurich, P. (1994). Tumor necrosis factor. In “Epidermal growth factors and cytokines”, T.A. Luger and T. Schwarz, eds., Marcel Dekker Inc., New York, pp. 63-88. Aggarwal, B.B., Kohr, W.J., Haas, P.E., Moffat, B., Spencer, S.A., Henzel, W.J., Bringman, T.S., Nedwin, G.E., Goeddel, D.V., and Harkins, R.N. (1985). Human tumor necrosis factor. J. Biol. Chem. 260: 2345-54. Allen, R.C., Armitage, R.J., Conley, M.E., Rosenblatt, H., Jenkins, N.A., Copeland, N.G., Bedell, M.A., Edelhoff, S., Disteche, C.M., Simoneaux, D.K. et al. (1993).CD40 ligand gene defects respnsible for X-linked hyper-IgM syndrome. 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Apoptotic crosstalk of TNF receptors: TNF-R2-induces depletion of TRAF2 and IAP proteins and accelerates TNF-R1-dependent activation of caspase-8. Journal of Cell Science 115: 27572770. daneben wurden verwandte Themen bearbeitet und wie folgt veröffentlicht: Weingärtner M., Siegmund D., Schlecht U., Fotin-Mleczek M., Scheurich P., Wajant H. (2002). Endogenous membrane TNF is a potent amplifier of TNF-R1-mediated apoptosis. J. Biol. Chem. Jul 8. Schwenzer R., Zimmermann G., Fotin M., Wajant H., Grell M. (2000). No RISC, no fun: assembly of receptor-induced signalling complexes in the tumor necrosis factor system. Eur Cytokine Netw. 11(3):519-20. Fotin-Mleczek, M., Rottmann, M., Rehg, G., Rupp, S., Johannes, F.J. (2000). Detection of protein-protein interactions using a green fluorescent protein-based mammalian two-hybrid system. Biotechniques. 29(1): 22-6. Hiermit versichere ich, dass die vorliegende Arbeit von mir selbstständig und unter ausschließlicher Verwendung der angegebenen Quellen und Hilfsmittel angefertigt wurde. Stuttgart, den 9. Oktober 2002 92 Herzlichen Dank! ...an Prof. Dr. Peter Scheurich, der die Durchführung der Promotion ermöglichte und mir mit seiner Hilfe begleitend zur Seite stand. ...an PD Dr. Harald Wajant für die intensive Betreuung der Arbeit. Seine Kompetenz und Erfahrung, sowie stets neue Ideen haben wesentlich zum Gelingen dieser Arbeit beigetragen. ...an Gudrun, Nathalie und alle Mitarbeiter der AG Wajant für die freundliche Atmosphäre und die Hilfe im Laboralltag. ...an Susanne, Sylvia, Nathalie und Sebastian für geduldiges Korrekturlesen. und insbesondere ...an Agata und Michael für all die Nachmittage, an denen sie alleine zu Hause waren und immer alles beispiellos mitgemacht haben. ...an Mietek für seine großartige Hilfe und Unterstützung bei computertechnischen Fragen. Diese Arbeit wurde gefördert durch Mittel der Deutscher Forschungsgemeinschaft (Grant Wa 1025/3-1) und dem Sonderforschungsbereich 495, Projekt A5.