Untersuchungen zur Entwicklung der frühen akustisch evozierten
Werbung
Aus der Klinik für Kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover und der Klinik für Hals-Nasen-Ohren-Heilkunde der Medizinischen Hochschule Hannover Untersuchungen zur Entwicklung der frühen akustisch evozierten Potentiale (FAEP) bei der Katze für den Einsatz in der Grundlagenforschung und zur klinischen Anwendung INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades eines DOCTOR MEDICINAE VETERINARIAE durch die Tierärztliche Hochschule Hannover Vorgelegt von Petra Keller aus Bremen Hannover 1997 Wissenschaftliche Betreuung: Univ. Prof. Dr. I. Nolte für die Tierärztliche Hochschule Hannover Univ. Prof. Dr. med. Th. Lenarz für die Medizinische Hochschule Hannover Gutachter: Univ. Prof. Dr. I. Nolte Gutachter: Priv.-Doz. Dr. G. Uhr Tag der mündlichen Prüfung: 19.11.1997 Maja und Willi Veröffentlichungen Stand Mai 1997 P. Keller, S.M. Cords, G. Reuter, T. Lenarz, I. Nolte (1995) Untersuchungen zur Hörentwicklung der Hauskatze mittels akustisch evozierter Potentiale. In 41. Jahrestagung der Fachgruppe“Kleintierkrankheiten“ Deutsche Gruppe der WSAVA. ISBN 3-930511-20-7; S.64-75 P. Keller, S.M. Cords , G. Reuter, R. Hartrampf, Th. Lenarz (1995) Development of auditory evoced brainstem responses in normal hearing kitten. XIV International Evoked Response Audiometry Study Group, Lyon, 7.3 p3 S.M. Cords, G. Reuter, R. Hartrampf, P. Keller, Th. Lenarz (1995) Development of auditory brainstem response latencies in normal hearing and neonatally deafened and chronic intracochlear electric stimulated kittens. 1995 Conference on implantable auditory prostheses. Asilomar p. 42 S.M. Cords, P. Keller, G. Reuter, I. Nolte (1995) Development of auditory evoked brainstem responses in the kitten. 5th Annual Congress, European Society of Veterinary Internal Medicine, Cambridge S.M. Cords, P. Keller, G. Reuter, I. Nolte (1995) Investigation of maturation and defiency of the auditory system in the kitten by evoked brainstem Responses. 9th Annual Symposium of the European Society of Veterinary Neurology, Lüttich P. Keller, S.M. Cords , G. Reuter, Th. Lenarz (1996) Development of auditory evoced brainstem response latencies and amplitudes in the kitten. Göttingen Neurobiology Report 1996 Proceedings of the 24nd Göttingen Neurobiology Conference (ed. N. Elsner and Schnitzler) Vol II Thieme Verlag Stuttgart New York p 243 P. Keller, A. Engelke, I. Stephan, G. Gassner, A. Meyer-Lindenberg (1997) Audiometrische Untersuchungen an Katzen. 6. Jahrestagung der Fachgruppe Innere Medizin und Klinische Labordiagnostik in der Deutschen Veterinärmedizinischen Gesellschaft München 1 EINLEITUNG ............................................................................................................1 2 LITERATURÜBERSICHT .........................................................................................2 2.1 AUDIOLOGISCHE GRUNDLAGEN .................................................................................2 2.1.1 Anatomie der Hörbahn....................................................................................2 2.1.2 Physiologie der Hörbahn ................................................................................6 2.1.3 Pathophysiologie der Hörbahn .......................................................................8 2.2 DIE ANGEBORENE TAUBHEIT BEI DER WEIßEN KATZE ..................................................9 2.2.1 Genetik von phänotypisch weißen Katzen....................................................10 2.2.2 Auswirkungen der Hypopigmentation ...........................................................11 2.3 DIE ELEKTRISCHE REAKTIONSAUDIOMETRIE ZUM NACHWEIS DER ANGEBORENEN TAUBHEIT BEI DER WEIßEN KATZE .................................................................................13 2.3.1 Audiologischer Nachweis der angeborenen Taubheit ..................................13 2.3.2 Audiometrischer Nachweis der angeborenen Taubheit ................................14 2.4 AKUSTISCH EVOZIERTE POTENTIALE ........................................................................16 2.4.1 Elektrophysiologische Grundlagen ...............................................................16 2.4.2 Einteilung akustisch evozierter Potentiale ....................................................16 2.5 FRÜHE AKUSTISCH EVOZIERTE POTENTIALE .............................................................17 2.5.1 Frühe akustisch evozierte Potentiale beim Menschen..................................18 2.5.2 Frühe akustisch evozierte Potentiale beim Tier............................................19 2.5.3 Frühe akustisch evozierte Potentiale bei der Katze......................................22 2.6 PROBLEMSTELLUNG UND ZIELSETZUNG ...................................................................25 3 MATERIAL UND METHODE ..................................................................................26 3.1 MATERIAL ..............................................................................................................26 3.1.1 Tiere..............................................................................................................26 3.1.1.1 Gruppe 1 und Gruppe 2 .........................................................................26 3.1.1.2 Gruppe 3 ................................................................................................26 3.1.2 Sachmaterial .................................................................................................26 3.1.2.1 Pharmaka ...............................................................................................26 3.1.2.2 Technische Geräte .................................................................................27 3.2 METHODE ............................................................................................................. 28 3.2.1 Meßprinzip zur Aufnahme von frühen akustisch evozierten Potentialen...... 29 3.2.2 Geräte-Einstellungen ................................................................................... 31 3.2.3 Vorversuche ................................................................................................. 32 3.2.4 Messung der frühen akustisch evozierten Potentiale bei normalhörenden Katzen ................................................................................................................... 32 3.2.5 Messung der frühen akustisch evozierten Potentiale bei experimentell ertaubten Katzen ................................................................................................... 34 3.2.6 Messung der frühen akustisch evozierten Potentiale bei klinischen Patienten ............................................................................................................... 34 3.2.7 Datenerfassung und Auswertung ................................................................. 38 4 ERGEBNISSE ........................................................................................................ 38 4.1 VORVERSUCHE ..................................................................................................... 38 4.1.1 Typisches Aussehen der frühen akustisch evozierten Potentiale der Katze 38 4.1.2 Anzahl der Mittelungen................................................................................. 39 4.1.3 Pausendauer zwischen den einzelnen Stimuli ............................................. 39 4.1.4 Position der Ableitelektrode ......................................................................... 39 4.1.5 Abstand der Schallquelle zum stimulierten Ohr ........................................... 42 4.1.6 Kombination der Reizpegel .......................................................................... 43 4.2 ERSTES AUFTRETEN VON FRÜHEN AKUSTISCH EVOZIERTEN POTENTIALEN ................. 44 4.3 VERGLEICH DER FRÜHEN AKUSTISCH EVOZIERTEN POTENTIALE VON KATZENWELPEN UND ADULTEN KATZEN ................................................................................................. 45 4.4 ENTWICKLUNG DER FRÜHEN AKUSTISCH EVOZIERTEN POTENTIALE ............................ 48 4.4.1 Entwicklung der Hörschwelle ....................................................................... 48 4.4.2 Entwicklung der Latenzen ............................................................................ 49 4.4.2.1 Latenzen in Abhängigkeit vom Lebensalter........................................... 49 4.4.2.2 Latenzen in Abhängigkeit von der Stimulusintensität ............................ 52 4.4.2.3 Latenzen in Abhängigkeit von der Hörschwelle..................................... 54 4.4.3 Entwicklung der Interpeaklatenzen .............................................................. 56 4.4.4 Entwicklung der Amplitude ........................................................................... 59 4.5 ERKENNEN VON TAUBHEIT ......................................................................................60 4.6 ZUSAMMENFASSUNG DER ERGEBNISSE ...................................................................65 5 DISKUSSION..........................................................................................................67 5.1 MATERIAL UND METHODE .......................................................................................67 5.1.1 Tiere..............................................................................................................67 5.1.2 Versuchsvorbereitung ...................................................................................67 5.1.3 Meßgerät und -methode................................................................................68 5.2 ENTWICKLUNG DER FRÜHEN AKUSTISCH EVOZIERTEN POTENTIALEN DER KATZE .........69 5.2.1 Typischen Aussehen der frühen akustisch evozierten Potentiale der Katze 72 5.2.2 Entwicklung der Hörschwelle ........................................................................73 5.2.3 Entwicklung der Latenzen und Interpeaklatenzen ........................................75 5.2.4 Entwicklung der Amplitude............................................................................78 5.3 ERKENNEN VON TAUBHEIT ......................................................................................78 5.3.1 Konsequenzen ..............................................................................................80 6 ZUSAMMENFASSUNG ..........................................................................................82 7 SUMMARY .............................................................................................................84 8 LITERATURVERZEICHNIS....................................................................................86 9 ANHANG ................................................................................................................98 Abkürzungen AEP akustisch evozierte Potentiale = „auditory evoked potentials“ CT Corpus trapezoideum dB SPL Dezibel (Schalldruckpegel, siehe Definitionen) EEG Elektroenzephalogramm ERA elektrische Reaktionsaudiometrie = „electric response audiometry“ FAEP frühe akustisch evozierte Potentiale FeLV Felines Leukose Virus FIP Feline infektiöse Peritonitis FIV Felines Immundefizienz Virus HS Hörschwelle IHC innere Haarzellen = „inner hair cells“ IPL Interpeaklatenz kHz Kilohertz LL Leminiscus lateralis LT Lebenstag MAEP mittlere akustisch evozierte Potentiale MW Mittelwert OAE Otoakustische Emissionen OHC äußere Haarzellen = „outer hair cells“ P Potential p. p. post partum SP Summationspotential SAEP späte akustisch evozierte Potentiale SAP Summenaktionspotential Staw. Standardabweichung SFAEP sehr frühe akustisch evozierte Potentiale SSAEP sehr späte akustisch evozierte Potentiale Definitionen Schallwellen sind Schalldruckschwankungen, die maximale Abweichung des Schalldruckes von der Ruhelage entspricht der Lautstärke der Hörempfindung. Die Empfindungsstärke wächst nicht proportional zur Reizstärke an, sondern logarithmisch zu dieser. Der logarithmische Schalldruckpegel (engl. „sound pressure level“ = SPL) ist das Maß für die Schallintensität, seine Einheit ist das Bel (B) oder 1/10 Bel (Dezibel, dB). Das Dezibel basiert auf dem Verhältnis eines gemessenen Schalldruckes px zu einem festgelegten Referenzdruck p0 (= 20 µPa). Dies ist der mittlere für Normalhörende gerade noch wahrnehmbare Schalldruck bei einer Frequenz von 2 kHz. [dB] SPL= 20 •log 10 px2 / p02 Im Rahmen von frequenzspezifischen Untersuchungen verwendet man als Einheit die mittleren Hörschwelle einer normalhörenden menschlichen Versuchsgruppe (dB HL = „hearing Level“) für die jeweilige Frequenz. Für die nicht frequenzspezifischen Reize erfolgt die Angabe für den spezifischen Stimulus als normalisierte Hörschwelle (dB nHL = „normalized hearing level“). Bei akustischen Stimuli von sehr kurzer Dauer (wie z. B. dem Click-Reiz ) wird der kurzzeitig erreichte Spitzenwert (Peak) des Schalldruckes subjektiv um ca. 30 dB schwächer wahrgenommen als bei einem Sinusdauerton gleicher Amplitude. Der Spitzenwert des Stimulus wird deshalb in dB p.e.SPL („peak equivalent sound pressure level“) angegeben. [dB] p.e.SPL = [dB] nHL + 30 Wenn sich die Dezibel nicht auf eine normalhörende Gruppe, sondern spezifisch auf das einzelne Individuum beziehen, dann erfolgt die Angabe in dB SL („sensation level“). Der außerdem verwendete Begriff der dB fHL („felinen hearing level“) ist spezifisch für diese Arbeit und bezieht sich auf die dB oberhalb der Hörschwelle der Katzen. Abbildungsverzeichnis: Abb. 1: Abb. 2: Abb. 3: Abb. 4: Schematische Illustration der Strukturen des rechten Ohres einer Katze (Kranialansicht des Transversalschnittes durch den äußeren Gehörgang). Aus: HUDSON u. HAMILTON (1993). 2 Halbschematische Darstellung eines Querschnittes durch einen Schneckengang. Aus: SEIFERLE (1992). 4 Die zentrale Hörbahn in der Dorsalansicht. Nach: NIEUWENHUYS et al. (1991). 5 Darstellung der Meßzeitpunkte und Anzahl der untersuchten Katzen an den einzelnen Lebenstagen im Rahmen der Entwicklungsstudie (Gruppe 1). 28 Abb. 5: Schematischer Aufbau einer ERA-Meßeinheit. 30 Abb. 6: Position der Differenzelektroden an Vertex und Mastoid sowie der Erdungselektrode im Nacken der Katze. Nach: PINTERA u. MARGET (1988). 39 Beispiel für eine FAEP-Meßkurve der Katze. 38 Abb. 7: Abb. 8 a-d: Ableitung von FAEP bei verschiedenen Positionen der Vertexelektrode. Abb. 9: 40/41 Beispiel für Variationen in der Kurvenform der FAEP bei Veränderung des Lautsprecherabstandes. 42 Die unterschiedliche Ausprägung von FAEP-Messkurven bei zwei verschiedenen 6-fach quasisimultanen Ableitungen. 43 Abb. 11 a: Frühe akustisch evozierte Potentiale eines 15 Tage alten Katzenwelpen (Click-Stimulation bei 100 bis 50 dB nHL über Lautsprecher). 46 Abb. 11 b: Frühe akustisch evozierte Potentiale einer weiblichen Katze am 150. Lebenstag (Click-Stimulation bei 100 bis 0 dB nHL über Lautsprecher). 47 Abb. 10: Abb. 12: Abb. 13: Entwicklung der Hörschwelle in Abhängigkeit vom Lebensalter (MW ± Staw. mit Regressionskurve). 49 Mittelwerte und Standardabweichungen von Potential I bis V am 16., 60. und 365. Tag post partum bei 70 dB nHL. 51 Abb. 14: Abb. 15: Abb. 16: Abb. 17: Abb. 18: Abb. 19: Abb. 20: Abb. 21: Die Entwicklung der Latenzen exemplarisch für Potential IV in Abhängigkeit vom Lebensalter und in Abhängigkeit von der Stimulusintensität. 53 Latenz-Intensitäts-Funktion von Potential IV am 16. und 365. Lebenstag unter Berücksichtigung der unterschiedlichen Hörschwelle (MW ± Staw.). 54 Latenzverlauf von Potential I bis V bei 60 dB nHL in Abhängigkeit vom Lebensalter (MW ± Staw.). 55 Latenzentwicklung von Potential I bis V vom 16 - 365. Lebenstag jeweils bei 60 dB oberhalb der Hörschwelle der Katzen (60 dB fHL) (MW ± Staw.). 55 Latenzentwicklung für IPL 1-2, 1-3, 1-4 und 1-5 vom 16. bis 365. Lebenstag bei 70 dB nHL (MW ± Staw.). 56 Die Entwicklung der Interpeaklatenzen exemplarisch für IPL 2-4 in Abhängigkeit vom Lebensalter. 58 Entwicklung der direkt benachbart liegenden IPL 1-2, 2-3, 3-4 und 4-5 exemplarisch am 16., 32., 60., 90., 180. und 365. Lebenstag bei 60 dB nHL. 59 Entwicklung der Amplitude von Potential IV bei 50 - 100 dB nHL. 60 Abb. 22 a: Frühe akustisch evozierte Potentiale einer experimentell ertaubten Katze (Gruppe 2) mit deutlichem Hörverlust (ClickStimulation bei 70 dB nHL über Lautsprecher). 62 Abb. 22 b: Frühe akustisch evozierte Potentiale einer experimentell ertaubten Katze (Gruppe 2) mit vollständigem Hörverlust (ClickStimulation bei 100 dB nHL über Lautsprecher). 63 Abb. 23 a: Frühe akustisch evozierte Potentiale einer normalhörenden Katze (Gruppe 3) nach Click-Stimulation bei 70 dB nHL über Kopfhörer. 64 Abb. 23 b: Frühe akustisch evozierte Potentiale einer Katze mit einer schweren Hörstörung links (Gruppe 3) nach Click-Stimulation bei 70 dB nHL über Kopfhörer. 64 Abb. 23 c: Frühe akustisch evozierte Potentiale einer Katze mit einer beidseitigen vollständigen Hörstörung (Gruppe 3) nach ClickStimulation bei 70 dB nHL über Kopfhörer. 64 Tabellenverzeichnis: Tab. 1: Einteilung der Schwerhörigkeiten. Nach: HOTH u. LENARZ (1994). 8 Tab. 2: Prozentualer Anteil der unterschiedlichen Kombinationen von tauben und hörenden bzw. blauäugigen und gelbäugigen weißen Katzen nach ROBINSON (1991). 9 Stellenwert der ERA in der Funktionsdiagnostik des auditorischen Systems im Vergleich mit anderen objektiven Methoden. Nach: HOTH u. LENARZ (1994). 15 Die Einteilung der akustisch evozierten Potentiale des Menschen nach ihrer zeitlichen und topologischen Zuordnung. Aus: HOTH u. LENARZ (1994). 17 Übersicht über die frühen akustisch evozierten Potentiale des Menschen. Aus: HOTH u. LENARZ (1994). 19 Übersicht über die frühen akustisch evozierten Potentiale der Katze. Nach: VAN DEN HONERT u. STYPULKOWSKI (1986), SIMS (1988), BUCHWALD u. SHIPLEY (1986), MELCHER et al. (1996). 22 Übersicht über die in der Klinik für Kleine Haustiere vorgestellten Patienten (Gruppe 3). 35 Einteilung der Hörstörungen bei Hund und Katze nach ROSE (1977a). 37 Entwicklung der Latenzen vom 11. bis zum 365. Lebenstag bei 70 dB nHL. 51 Tab. 3: Tab. 4: Tab. 5: Tab. 6: Tab. 7: Tab. 8: Tab. 9: Tab.10: Latenzen am 16. Lebenstag in Abhängigkeit vom Schalldruckpegel. 52 Tab. 11: Entwicklung der wichtigsten Interpeaklatenzen vom 16. bis zum 365. Lebenstag bei 70 dB nHL. 57 Tab. 12: Darstellung der Latenzwerte (in ms) verschiedener Autoren im Vergleich mit gemessenen Latenzen aus eigenen Untersuchungen. 73 1. Einleitung 1 1 EINLEITUNG Unter dem Begriff „elektrische Reaktionsaudiometrie“ (ERA) werden alle Methoden zusammengefaßt, die der Messung von akustisch evozierten Potentialen (AEP) dienen. In der Humanmedizin sind diese AEP seit vielen Jahren ein wichtiges diagnostisches Hilfsmittel bei der audiologischen Untersuchung (HOTH u. LENARZ 1994). Akustisch evozierte Potentiale sind durch Schallreize ausgelöste und infolge der auditorischen Reizverarbeitung und -wahrnehmung entstehende elektrische Spannungen, die an der Kopfoberfläche registriert werden können. Die AEP können zur Diagnostik von Hörstörungen eingesetzt werden und zeigen entsprechend der Ausreifung und der Funktionstüchtigkeit des auditorischen Systems eine unterschiedliche Ausprägung. Die vorliegende Arbeit soll zum einen die Entwicklung der frühen akustisch evozierten Potentiale (FAEP) im ersten Lebensjahr der Katze dokumentieren. Das Ziel der durchgeführten Untersuchungen ist es, die Ausreifung der zentralen Hörbahn der Katze näher zu charakterisieren und Standardwerte für weitere Experimentalgruppen zu erstellen. In der Veterinärmedizin findet die Messung der FAEP vor allem Anwendung zur Diagnose der angeborenen Taubheit bei der weißen Katze (STRAIN 1991). Deshalb werden in der durchgeführten Studie zusätzlich FAEP von Katzen mit experimentell induzierter Schwerhörigkeit sowie von Katzen mit (angeborener) Taubheit untersucht und die Einsatzfähigkeit der Methode beurteilt. 2 2. Literaturübersicht 2 LITERATURÜBERSICHT 2.1 Audiologische Grundlagen 2.1.1 Anatomie der Hörbahn Das Ohr läßt sich unterteilen in das Außenohr, Mittelohr und Innenohr. Das äußere Ohr besteht aus der Ohrmuschel (Auricula) und dem äußeren Gehörgang (Meatus acusticus externus), der bis zum Trommelfell reicht und bei der Katze rechtwinklig verläuft (KOCH u. BERG 1985) (Abb. 1). Das Mittelohr beginnt mit dem Trommelfell. Das Trommelfell steht in Verbindung mit dem Stiel des Hammers, der die Schwingungen eines Schallereignisses an den Amboß und an den sich anschließenden Steigbügel weiterleitet. Der Steigbügel hat über seine Fußplatte Kontakt mit dem ovalen Fenster des Innenohres. 1 Schädeldach, 2 M. temporalis, 3-6´ Äußeres Ohr, 3,4 Ohrmuschelknorpel, 3 Scapha, 4 Concha, 5 Halbringförmiger Knorpel, 6 Äußerer Gehörgang, vertikaler Anteil, 6´ Äußerer Gehörgang, horizontaler Anteil, 7-12 Mittelohr: 7 Bulla tympanica, 8 Septum bullae, 9 Trommmelfell, 10-12 Knochen des Ohres: 10 Hammer, 11 Amboß, 12 Steigbügel, 13 Ohrtrompete (Eustachische Röhre), 14 Pars petrosa der Felsenbeinpyramide, 15-17 Knöchernes Labyrinth, 15 Bogengänge, 16 Vestibulum, 17 Cochlea. Abb. 1: Schematische Illustration der Strukturen des rechten Ohres einer Katze (Kranialansicht des Transversalschnittes durch den äußeren Gehörgang). Aus: HUDSON u. HAMILTON (1993). 3 2. Literaturübersicht Das Innenohr besteht aus der Kochlea, dem eigentlichen Hörorgan, und dem Vestibularorgan. Die Kochlea der Katze hat zweieinhalb Windungen und liegt im Felsenbein des Schläfenbeins (KOCH u. BERG 1985). Sie wird durch Membranen in die Scala tympani, die Scala vestibuli und die dazwischenliegende Scala media (Ductus cochlearis) unterteilt. Die Scala tympani und die Scala vestibuli sind über das Helikotrema an der Schneckenspitze miteinander verbunden, sie sind mit vom Liquor cerebrospinalis stammender, kaliumarmer Perilymphe gefüllt. Die Scala media endet blind und enthält kaliumreiche, von der Stria vascularis gebildete Endolymphe. Die ca. 20 mm lange Basilarmembran trennt die Scala tympani von der Scala media (Abb. 2). Auf der Basilarmembran befindet sich das Cortische Organ (Organum spirale). Hier liegen neben extrasensorischen Zellen die eigentlichen Sinneszellen, die Haarzellen. Die drei Reihen äußere Haarzellen (OHC) und eine Reihe innere Haarzellen (IHC) sind spiralförmig entlang der Schneckenwindung angeordnet und durch den Cortischen Tunnel getrennt. Jede Haarzelle besitzt an ihrem apikalen Ende ca. 80-100 in Reihen angeordnete Sinneshäarchen (Stereovilli), die in die Scala media ragen. Bei den äußeren Haarzellen haben die Stereovilli festen Kontakt mit der darüber liegenden Tektorialmembran. Die OHC besitzen außerdem ein in der Zellmembran gelegenes kontraktiles Zytoskelett (ZENNER 1986). Die zentrale Hörbahn beginnt mit dem Hörnerven, der sich mit afferenten und efferenten Fasern an die IHC und OHC anschließt. Die inneren Haarzellen sind zu 90-95% afferent, die äußeren Haarzellen zu 90-95% efferent innerviert (SPOENDLIN 1969). Diese Axone bilden zusammen den Pars cochlearis des Nervus vestibulocochlearis. Er enthält bei der Katze ca. 52.000 Nervenfasern (SCHRÖDER 1989) und zieht als 8. Gehirnnerv durch den inneren Gehörgang (Meatus acusticus internus) des Felsenbeins und den Kleinhirnbrückenwinkel zum Hirnstamm. Seine afferenten Fasern teilen sich im Hirnstamm und ziehen zum ventralen und dorsalen Nucleus cochlearis (Abb. 3). Nach Umschaltung verteilen sich mehrere Bahnen ungekreuzt auf derselben (ipsilateralen) und gekreuzt auf der gegenüberliegenden (kontralateralen) Seite. Dadurch steht die Hörbahn mit beiden Ohren in Verbindung. 4 2. Literaturübersicht 1 Außenwand, 1´ Teile des Modiolus der knöchernen Schnecke, 2 Lamina spiralis ossea, 3 Lamina basilaris der Membrana spiralis, 4 Membrana vestibularis (REISSNERsche Membran), 5 Lig. spirale cochleae, 5´ Prominentia spiralis mit Vas prominens, 6 Stria vascularis mit intraepithelialen Kapillaren, 7-13` Organum spirale CORTI: 7 Limbus laminae spiralis osseae, 7´ Labium limbi vestibulare, 7´´ Labium limbi tympanicum, 8 Membrana tectoria, 9 Sulc. spiralis int., 10 innere und äußere Pfeilerzelle des CORTIschen Tunnels, 11 innere und 11´äußere Haar- oder Hörzellen, 12 innere und 12´äußere Stütz oder Phalangenzellen, 13 HENSENsche Zellen, 13` CLAUDIUSsche Zellen, 14 Ast der Pars cochlearis (N.cochlearis) n vestibulocochlearis, 15 Ganglion spirale cochleae, 15`seine peripheren markhaltigen Fasern zur Versorgung des CORTIschen Organs, 16 Sulc. spiralis ext. Abb. 2: Halbschematische Darstellung eines Querschnittes durch einen Schneckengang. Aus: SEIFERLE (1992). 2. Literaturübersicht 5 Die sekundären akustischen Fasern aus dem Nucleus cochlearis ventralis bilden das querverlaufende Corpus trapezoideum, in das der Nucleus olivaris und der Nucleus corporis eingebettet sind. Nach Überschreiten der Medianebene ziehen die Fasern als Leminiscus lateralis weiter zum Colliculus inferior. Vom Nucleus cochlearis dorsalis verlaufen sekundäre akustische Fasern am Boden der vierten Hirnkammer als Striae acustica dorsalis über den Pedunculus cerebellaris inferior hinweg auf die kontralaterale Seite, wo sie in den Leminiscus lateralis übergehen und ebenfalls zum Colliculus inferior ziehen. Ein mächtiger Faserzug an der Oberfläche des Mesencephalons verbindet den Colliculus inferior mit dem zum Thalamus gehörenden Corpus geniculatum mediale. Das letzte Glied in der Hörbahn wird von der sog. Hörstrahlung gebildet, die das Corpus geniculatum mediale mit dem primären auditorischen Kortex im Temporallappen verbindet. Von dort aus bestehen Verbindungen zur sekundären Hörrinde und zu den akustischen Assoziationsfeldern. Abb. 3: Die zentrale Hörbahn in der Dorsalansicht. Nach: NIEUWENHUYS et al. (1991). 6 2. Literaturübersicht 2.1.2 Physiologie der Hörbahn Die Schallwellen erreichen über die Ohrmuschel, den äußeren Gehörgang, das Trommelfell und die Gehörknöchelchen das ovale Fenster des Innenohres. Die Schwingung der Membran des ovalen Fensters wird auf die Perilymphe übertragen und führt zu einer Auslenkung der Basilarmembran. Es entsteht eine sog. Wanderwelle, die von der Basis zur Spitze der Kochlea verläuft (VON BEKESY 1953). Diese Wanderwelle bewirkt eine Auslenkung der Tektorialmembran und der Stereovilli der äußeren Haarzellen. Im Ruhezustand liegt über dem apikalen Pol der Haarzelle eine Potentialdifferenz von +155 mV (OHC) bzw. +125 mV (IHC). Diese hohe Potentialdifferenz ist bedingt durch das Ruhepotential des Zytoplasmas der Haarzelle (OHC -70mV, IHC -40mV) und dem positiven endolymphatischen Potential der kaliumreichen Scala media (+85 mV), die die apikale Zellmembran und die Stereozilien umgibt. Die Scala tympani umgibt den Zelleib der Haarzelle und dient als Bezugspotential ( 0 mV) (ZENNER u. GITTER 1987). Die Deflektion der Stereovilli durch die Wanderwelle führt zur Öffnung apikal gelegener Ionenkanäle und zum Einstrom von Kaliumionen aus der Endolymphe, es kommt zur Depolarisation der äußeren Haarzelle. Die Auslenkung der Stereovilli der OHC führt außerdem zur hochfrequenten Kontraktion der äußeren Haarzelle. Durch die Kontraktion der OHC entsteht ein gerichteter Flüssigkeitsstrom der subtektorialen Flüssigkeit, der zur Deflektion der Stereozilien der inneren Haarzellen führt. Es kommt zur Depolarisation der IHC und zur Freisetzung von Transmittersubstanz (wahrscheinlich Glutamat, KLINKE 1995) in den synaptischen Spalt. Das postsynaptische Generatorpotential im Bereich der afferenten Hörnervenfasern führt bei Überschreiten eines Schwellenwertes zum Auslösen eines Nervenaktionspotentials, das über die Neurone der zentralen Hörbahn weitergeleitet wird. Das ursprüngliche mechanische Signal wird so in ein elektrisches Signal umgewandelt, man spricht von einer mechano-elektrischen Transduktion (ZENNER 1994, 1990). Die Kodierung des Schallreizes erfolgt dabei in den Fasern des 7 2. Literaturübersicht Hörnerven über die Entladungsrate, die Zeitdauer der Aktivierung sowie durch ihren Anschluß an frequenzspezifische Haarzellen (ZENNER 1993). Die Kontraktion der äußeren Haarzelle hat eine aktive Verstärkung der Wanderwelle zur Folge (REUTER et al. 1991). Die Verstärkungsleistung der OHC (bis zu 40 dB !) verbessert die Wahrnehmung von schwellennahen akustischen Reizen durch die IHC, das Ergebnis ist eine deutliche Erweiterung des Dynamikbereiches des Innenohres. Die aktive Bewegung der OHC führt außerdem zu einer wesentlich feiner abgestimmten Abbildung der Wanderwelle. Diese Tonotopie ist die Grundlage der hohen Empfindlichkeit und des großen Frequenzunterscheidungsvermögens des Innenohres. Der Mensch kann Schallwellen mit einer Frequenz von 16 bis ca. 20.000 Hz wahrnehmen (SILBERNAGL u. DESPOPOULOS 1983), der Hörbereich der Katze reicht von 45 bis 65.000 Hz. Die durch die Kontraktion der äußeren Haarzelle entstehenden Flüssigkeitsbewegungen in der Kochlea gelangen retrograd über das runde und ovale Fenster und das Mittelohr zum Trommelfell. Die Schwingungen sind als Schallwellen mit empfindlichen Mikrophonen im äußeren Gehörgang nachweisbar, sie bilden die Grundlage für die Messung der sog. Otoakustischen Emissionen (ZENNER et al. 1990). 8 2. Literaturübersicht 2.1.3 Pathophysiologie der Hörbahn Die Hörstörungen werden nach Ihrer Lokalisation unterteilt in Schalleitungs- und Schallempfindungsschwerhörigkeiten (Tab. 1). Die Schalleitungsschwerhörigkeit (konduktive Schwerhörigkeit) ist bedingt durch eine Störung der Übertragung der Schallwellen, z. B. bei Verlegung des Gehörganges (Fremdkörper, Otits externa, o. ä.), Trommelfellruptur oder Mittelohrveränderungen (Otitis media, Erguß). Bei Schallempfindungsstörungen kann der Defekt kochleär oder retrokochleär bedingt sein. Mögliche Ursachen sind Infektionen, Kopfverletzungen, Tumore, ZNSErkrankungen, ototoxische Medikamente oder angeborene Defekte. Tab. 1: Einteilung der Schwerhörigkeiten. Nach: HOTH u. LENARZ (1994). Äußeres Ohr Innenohr Hörnerv und Mittelohr Schalleitungsschwerhörigkeit konduktive Hörstörung Hirnstamm und Kortex Schallempfindungsschwerhörigkeit kochleäre H. sensorische H. retrokochleäre Hörstörung neurale H. zentrale H. In der Klinik für Kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover werden schon seit Jahren Katzen mit konduktiven Hörstörungen behandelt. Seit 1996 werden vermehrt Katzen auf das Vorliegen einer kochleären Hörstörung untersucht, da viele Katzenzuchtverbände von weißen Katzen einen Nachweis der beidseitigen Hörfähigkeit verlangen. Dies ist bedingt durch ein Gerichtsurteil des Amtsgerichts in Kassel (AZ 626 Js 11179.8/93 99 OWi), in dem taube weiße Katzen als Qualzucht bezeichnet werden. Die angeborene Taubheit bei der weißen Katze ist seit 150 Jahren bekannt (SICHEL 1848) und betrifft die unterschiedlichsten Katzenrassen. 9 2. Literaturübersicht 2.2 Die angeborene Taubheit bei der weißen Katze Nach DARWIN (1859) waren weiße Katzen mit blauen Augen ohne Ausnahme taub. BAMBER (1933) konnte eine enge Verbindung von blauer Augenfarbe, weißem Fell und Taubheit feststellen, eine 100%ige Korrelation bestand nach ihren Untersuchungen nicht. Die angeborene Taubheit kann bei allen Katzenrassen auftreten, die eine weiße Farbvariante haben (STRAIN 1991; DELACK 1984; MAIR 1973; BAMBER 1933). Weiße Tiere findet man u. a. bei folgenden Katzenrassen: Europäisch Kurzhaar, Britisch Kurzhaar, Amerikanisch Kurzhaar, Exotisch Kurzhaar, Norwegische Waldkatzen, Main Coon, Türkisch Angora, Perser, Siamesen (Foreign White) sowie verschiedenen Rex-Rassen sind Rassen, bei denen rein weiße Exemplare auftreten. Die Taubheit tritt häufig bei Katzen mit weißem Fell und blauen Augen auf (SIMS 1989). Die Inzidenz der Taubheit liegt in einer normalen weißen Katzenpopulation bei 20%, sie steigt auf 80%, wenn einer oder beide Elternteile taub sind (MAIR 1973). ROBINSON (1991) stellte bei der Untersuchung von 240 weißen Katzen folgende Verteilung von Augenfarbe und Hörvermögen fest (Tab. 2). PEDERSEN (1991) kam bei ihren Studien (n=185) zu ähnlichen Ergebnissen. Tab. 2: Prozentualer Anteil der unterschiedlichen Kombinationen von tauben und hörenden bzw. blauäugigen und gelbäugigen weißen Katzen nach ROBINSON (1991). weiße Katzen normal hörend taub 29% 39% (n=240) Blaue Augen Nicht-blaue Augen 25% 7% 10 2. Literaturübersicht 2.2.1 Genetik von phänotypisch weißen Katzen Weiße Katzen haben einen Anteil von ca. 5,7% an der Katzenpopulation (STRAIN 1991). Ursache der weißen Fellfärbung ist eine Hypopigmentation, für die es verschiedene genetische Möglichkeiten gibt: Leukismus (dominantes Weiß) Für die rein weiße Fellfarbe der Katze ist in erster Linie das autosomale Gen W verantwortlich, das einem dominanten1 Erbgang unterliegt (BOSCHER u. HALLPIKE 1965). Das Gen W ist pleiotrop, d. h. es führt bei der Katze nicht nur zu einem komplett weißen Fell, sondern beeinflußt auch die Augenfarbe und das Gehör. Das Gen W zeigt eine 100%ige Penetranz für die weiße Fellfarbe und ist unvollständig penetrant für die blauen Augenfarbe und die Taubheit (ROBINSON 1991, BOSCHER u. HALLPIKE 1965). Das Fell dieser Katzen ist rein weiß, da das Gen W epistatisch2 ist und alle anderen Farbgene überdeckt. Bei einem Teil der weißen Katzenwelpen sind bei der Geburt Farbflecken in der Stirnmitte vorhanden. Diese „Genflecken“ verschwinden im Alter von 2-3 Monaten (FAITH 1979). Sie treten häufiger bei heterozygoten Tieren als bei homozygoten weißen Katzen auf (PEDERSEN 1991) und verringern die Inzidenz der Taubheit (BERGSMA u. BROWN 1971). Die Augen der weißen Katzen können eine gelbe oder eine blaue Farbe haben, auch zwei verschiedenfarbige Augen (Irisheterochromie) sind möglich. Hörstörungen treten häufiger bei Katzen mit blauen Augen auf, sie sind aber auch bei Tiere mit gelben Augen anzutreffen (MAIR 1973). Bei Katzen mit Irisheterochromie besteht eine Korrelation zwischen ipsilateralen blauen Augen und Taubheit (PEDERSEN 1991; MAIR 1973). Die Hörstörungen sind bedingt durch ein- oder beidseitige Innenohrdegenerationen unterschiedlichen Ausmaßes und können beide Geschlechter betreffen. Homozygote Tiere (WW) zeigen eine größere Inzidenz. Bei langhaarigen Katzen tritt häufig ein beidseitiger Hörverlust auf, während einseitige Taubheit bei lang- und kurzhaarigen Tieren mit gleicher Häufigkeit auftritt (DELACK 1984; MAIR 1973). 1 Dominanz: überdeckt Allele auf dem gleichen Genlocus Epistasie: überdeckt Allele auf anderen Genorten (verschiedene Loci) 2 2. Literaturübersicht 11 Scheckung (Piebald Spotting) Ganz weiße Tiere können auch als Maximalausprägung der gefleckten Form auftreten. Die Scheckung ist durch ein autosomales Gen S bedingt und unterliegt einem inkomplett dominanten Erbgang (ROBINSON 1991). Die phänotypische Ausprägung zeigt viele Variationen, es sind fließende Übergänge von farbigen Tieren mit kleinen weißhaarigen Flecken im Brustbereich, oder entlang der ventralen Medianlinie bis hin zu ganz weißen Katzen möglich. Albinismus Einige Gene der Albino-Serie können bei der Katze ebenfalls zu einer weißen Fellfarbe führen. Es gibt in dieser Albino-Serie vier multiple Allele, die untereinander inkomplett dominant und nicht epistatisch sind: Vollfarbe (C, dominant), Burmese (cb), Siamese (cs), blauäugiger Albino (ca) und rotäugiger Albino (c, rezessiv) können vorkommen (ROBINSON 1991). Anders als beim dominanten Erbgang des Gen W treten bei blauäugigen Albinos keine Ohrdefekte auf. Dokumentiert sind jedoch Veränderungen in der zentralen optischen Bahn (BERGSMA u. BROWN 1976). Der rotäugige Albino ist sehr selten anzutreffen. Foreign White Die Foreign White ist eine rein weiße Siamkatze, eine züchterische Kombination von heterozygoten Katzen mit dem cs und dem W Gen. Der Genotyp dieser Tiere ist cscsWw . GUILLERY et al. (1981) bezeichnet sie als „crypto-Siamesen“. Durch das W-Gen bedingt ist auch hier das Auftreten von Taubheit möglich. Die Kombination von cscsWw kann auch bei langhaarigen Rassen, z. B. Perser vorkommen. 2.2.2 Auswirkungen der Hypopigmentation Leukismus und Piebald Spotting Die Gene W und S führen im frühen Embryonalstadium zu einer mangelhaften Wanderung der Zellen aus der Neuralleiste (CREEL et al. 1994; CREEL 1980) und reduzieren deren Anzahl (PEDERSEN 1991). Unter den Vorläuferzzellen in der Neuralleiste sind neben den Schwannschen Zellen auch die Ganglionzellen des Hörnerven und die Melanozyten. Diese sind für die Pigmentation der Haare 12 2. Literaturübersicht verantwortlich, ihr Fehlen verhindert die Ausprägung von Pigment jeglicher Farbe. Bei weißen Katzen mit blauen Augen ist die Augenfarbe durch das Fehlen der Melanozyten im vorderen Pigmentblatt der Iris bedingt (STADES et al. 1996). Tiere mit nichtblauen Augen haben eine normal pigmentierte Iris. Die Melanozyten liegen in der Stria vascularis des Innenohres und sind verantwortlich für die Aufrechterhaltung der notwendigen Ionengradienten und der elektrischen Potentiale im Innenohr (ZENNER 1993; MEYER ZUM GOTTESBERGE 1991). Bei Katzen mit dem W- /S- Gen kommt es durch das Fehlen der Melanoblasten zur Degeneration des Innenohres. Nach zunächst ungestörter Entwicklung des Innenohres (FAITH 1979; BERGSMA u. BROWN 1976), treten ab dem 5. Lebenstag degenerative Veränderungen an der Kochlea auf (BOSCHER u. HALLPIKE 1965). Es kommt zu einer Atrophie des Cortischen Organs und der Stria vascularis sowie zu einem Kollaps der Scala media (DELACK 1984; REBILLARD et al. 1981b; FAITH 1979; BERGSMA u. BROWN 1976; BOSCHER u. HALLPIKE 1965; ALEXANDER u. TANDLER 1905). Außerdem zeigt sich eine Degeneration der primären auditorischen Neurone der Spiralganglien (DELACK 1984; REBILLARD et al. 1981b; FAITH 1979; BERGSMA u. BROWN 1976). Die degenerativen Veränderungen sind in ihrem Auftreten sehr variabel (REBILLARD et al. 1981b). Die Schwere der Veränderungen im Innenohr kann variieren und in einigen Fällen nur einzelne Bereiche des Cortischen Organes betreffen (FAITH 1979; BERGSMA u. BROWN 1976). Nach STRAIN (1991) kann eine kochleosacculäre Degeneration (nach Scheibe), bei der primär die Stria vascularis betroffen ist, sowie eine neuroepitheliale Degeneration, bei der die Veränderungen primär vom Spiralganglion ausgehen (PUJOL et al. 1977) unterschieden werden. 13 2. Literaturübersicht Albinismus und Foreign White Albinismus ist bedingt durch einen Enzymdefekt in den intakten Melanozyten, die in normaler Anzahl und Verteilung vorhanden sind (CREEL et al. 1994; CREEL 1980), sie sind jedoch biochemisch inert und enthalten kein Melanin (DELACK 1984). Der Pigmentmangel von albinotischen Katzen zeigt sich am Auge in einer blauen Farbe der Iris. Die Iris enthält Melanozyten in beiden Augenblättern, aber weniger Pigmentgranula. Bei Katzen mit dem cscsWw Genotyp (Foreign White) können auch zwei verschieden farbige blaue Augen auftreten. Das weiß-blaue Auge (W) ist im allgemeinen heller als das siam-blaue Auge (cs). Bei völligem Ausfall der Melaninproduktion (echter Albinismus) nimmt die Iris ein rotes Erscheinungsbild an, da die Melanozyten unpigmentiert sind (STADES et al. 1996). Ein Melaninmangel im Innenohr hat keine gravierenden Auswirkungen. Albinotische Tiere zeigen nur schneller Ermüdungserscheinungen, ihr Gehör hat eine verlangsamte Erholungszeit nach akustischer Beschallung (MEYER ZUM GOTTESBERGE 1991). Das Vorhandensein von Melanin hat jedoch Vorteile, es bindet freie Radikale und Medikamente (MEYER ZUM GOTTESBERGE 1988). Bei Foreign-White-Katzen kann es durch das W-Gen bedingt ebenfalls zum Auftreten von Taubheit kommen. 2.3 Die Elektrische Reaktionsaudiometrie zum Nachweis der angeborenen Taubheit bei der weißen Katze 2.3.1 Audiologischer Nachweis der angeborenen Taubheit Im Allgemeinen sind es zuerst die Besitzer, die eine Taubheit durch mangelnde Reaktion des Tieres auf äußere Reize hin feststellen (STRAIN 1992). Taube Welpen zeigen besondere Verhaltensweisen (STRAIN 1991), sie erschrecken bei Berührung und schreien lauter als ihre Wurfgeschwister. Meist wird die angeborene beidseitige Taubheit im Alter von 4-6 Wochen oder beim Absetzen festgestellt (NEER 1995). 14 2. Literaturübersicht Die klinische Überprüfung der audiologischen Funktion geschah bisher in erster Linie durch Beobachtung des Verhaltens bei akustischer Stimulation (ROSE 1977 b, f). Hierbei wird die Reaktion auf Geräusche (Schlüsselrasseln, Pfeifen oder Händeklatschen) außerhalb des Gesichtsfeldes beurteilt. Hilfreich ist dabei der Preyer´sche Reflex, das unfreiwillige Zucken der Ohrmuschel bei Auftreten eines Geräusches (SIMS 1989). Bei idealen Bedingungen ist die Aufnahme eines Audigramms, also die Untersuchung für verschiedene Frequenzen möglich (ROSE 1977 b, c). Zur Diagnose von beidseitig tauben Tieren reicht die Verhaltensuntersuchung in der Regel aus (STRAIN 1991). Unter Klinikbedingungen ist jedoch häufig bei aufgeregten Tieren keine audiologische Untersuchung möglich. Die Tiere sind nervös oder stoisch und reagieren bei wiederholten Versuchen häufig nicht mehr. Auch die Diagnose einer einseitigen Taubheit oder Schwerhörigkeit ist für den Untersucher schwierig (STRAIN 1992; SIMS 1989, 1988). Gerade im Hinblick auf die öffentliche Diskussion über die Qualzucht von weißen Katzen ist jedoch der Einsatz von objektiven Meßverfahren unerläßlich. 2.3.2 Audiometrischer Nachweis der angeborenen Taubheit Zu den in der Audiologie angewandten elektrodiagnostischen Meßmethoden gehören die elektrische Reaktionsaudiometrie objektiven (ERA), die Impedanzaudiometrie (SIMS 1988) sowie die Messung von otoakustischen Emissionen (OAE). Alle drei Methoden nutzen physikalisch meßbare physiologische Reaktionen, die mit dem Hörvorgang einhergehen. Es sind objektive und nichtinvasive Testverfahren, die nicht der willentlichen Steuerung durch den Patienten unterliegen und eine audiologische Untersuchung von kooperationsunfähigen oder kooperationsunwilligen Patienten ermöglichen (HOTH u. LENARZ 1994). Bei der Impedanzaudiometrie wird mit Hilfe der Tympanometrie und der StapediusReflex-Messung die Funktionsfähigkeit des Mittelohres untersucht (SIMS 1989). Das Innenohr und die zentrale Hörbahn werden bei diesem Verfahren nicht erfaßt (Tab. 3). Der Nachweis otoakustischer Emissionen (OAE) spiegelt die intakte Funktion der äußeren Haarzellen wider (HOTH u. LENARZ 1993). Da die meisten 15 2. Literaturübersicht Innenohrschwerhörigkeiten durch eine Schädigung dieser Zellen bedingt sind, darf aus dem Vorhandensein von otoakustischen Emissionen mit hoher Wahrscheinlichkeit auf ein normales Hörvermögen geschlossen werden. Die Funktionsfähigkeit der inneren Haarzellen oder retrokochleärer Anteile der Hörbahn kann mit dieser Methode nicht beurteilt werden. Die elektrische Reaktionsaudiometrie registriert die beim Hörvorgang auftretenden Aktionspotentiale entlang der Hörbahn von der Kochlea bis zum auditorischen Kortex. Die elementaren elektrophysiologischen Prozesse an Haarzellen, Hörnerven, Kerngebieten des Hirnstammes und auditorischem Kortex beim Hörvorgang sind mit zeitlich veränderlichen Potentialdifferenzen verknüpft. Die Gesamtheit dieser Potentialveränderungen kann durch Elektroden an der Schädeloberfläche als akustisch evozierte Potentiale (AEP) abgeleitet werden. Die Methode zur Registrierung und Auswertung Reaktionsaudiometrie (ERA). der Die AEP ERA bezeichnet macht (in man als Kombination elektrische mit der Impedanzaudiometrie) eine Lokalisation von Hörstörungen möglich (NEER 1988) und ist damit das wichtigste Hilfsmittel bei der Topodiagnostik von Hörstörungen. Tab. 3: Stellenwert der ERA in der Funktionsdiagnostik des auditorischen Systems im Vergleich mit anderen objektiven Methoden. Nach: HOTH u. LENARZ (1994). Meßverfahren Impedanzaudiometrie Äußeres Ohr Innenohr und Mittelohr Hörnerv Hirnstamm und Kortex xxx --- --- --- Otoakustische Emissionen x xxx --- --- Elektrische Reaktionsaudiometrie (ERA) x xxx xxx xxx --- keine Überprüfung mit dieser Meßmethode möglich xxx Meßverfahren ermöglicht direkte Untersuchung x Meßverfahren ermöglicht indirekte Untersuchung 16 2. Literaturübersicht 2.4 Akustisch evozierte Potentiale Die akustisch evozierten Potentiale wurden erstmals beim Kaninchen nachgewiesen (CANTON 1875). Auch DANILEVSKY (1877) beschrieb Veränderungen in der elektrischen Hirnaktivität nach akustischer Reizung. 2.4.1 Elektrophysiologische Grundlagen Evozierte Potentiale sind elektrische Spannungen physiologischen Ursprungs, die als Antwort auf einen spezifischen Stimulus entstehen. Periphere Stimulation, afferente Erregungsleitung physiologischen Grundlagen und der zentrale neuronale evozierten Verschaltung Potentiale. Akustisch sind die evozierte Potentiale (AEP) sind durch Schallreize ausgelöste und infolge der auditorischen Reizverarbeitung und -wahrnehmung entstehende elektrische Spannungen, die an der Kopfoberfläche registriert werden können (HOTH u. LENARZ 1994). Die Stimulation des auditorischen Systems erfolgt im allgemeinen durch sogenannte Clicks. Der Clickreiz ist ein Rechteckimpuls mit einer steil ansteigenden Flanke. Die kurze Reizdauer und die damit verbundene schnelle Änderung des Schalldruckes führen zur synchronen Erregung einer großen Anzahl von Neuronen. Durch diese Synchronität überlagern sich die einzelnen Aktionspotentiale der Nerven der gesamten Hörbahn, es entsteht ein Summenaktionspotential (SAP). Das SAP der zentralen Hörbahn von der Kochlea über den Hörnerv und den Hirnstamm bis zum auditorischen Kortex ist als akustisch evoziertes Potential meßbar. Die AEP können - je nach Plazierung der Ableitelektroden - in Nahfeld- und Fernfeldpotentiale eingeteilt werden. Die Nahfeldpotentiale werden möglichst dicht am Ort ihrer Generierung aufgenommen, bei der Fernfeldtechnik werden die Potentiale von der Schädeloberfläche abgeleitet. 2.4.2 Einteilung akustisch evozierter Potentiale Die gemessenen Potentiale werden nach ihrem zeitlichen Auftreten im Abstand zum auslösenden Reiz in sehr frühe, frühe, mittlere, späte und sehr späte Potentiale eingeteilt (Tab. 4). Die sehr frühen AEP umfassen die mit der Elektrokochleographie gewonnenen kochleären Mikrophonpotentiale, das Summationspotential (SP) der Kochlea, sowie das Summenaktionspotential (SAP) des Hörnervens (HOTH u. 17 2. Literaturübersicht LENARZ 1994). Sie treten innerhalb der ersten 5 ms nach Reizbeginn auf. Frühe akustisch evozierte Potentiale (FAEP) treten in den ersten 10 ms nach dem auslösenden Reiz auf und entstehen in Hörnerv und Hirnstamm. Mittlere akustisch evozierte Potentiale (MAEP) erscheinen 10-50 ms nach dem auslösenden Reiz. Im Anschluß daran folgen die späten (SAEP) und sehr späten akustisch evozierten Potentiale (SSAEP). Tab. 4: Die Einteilung der akustisch evozierten Potentiale des Menschen nach ihrer zeitlichen und topologischen Zuordnung. Aus: HOTH u. LENARZ (1994). Nomenklatur u. zeitl. Auftreten topologische Zuordnung Haarzellen, Kochlea, Abkürzung Sehr frühe akustisch evozierte Potentiale 0 - 5 ms Frühe akustisch evozierte Potentiale 0 - 10 ms Hörnerv, Hirnstamm, Zwischenhirn FAEP Mittlere akustisch evozierte Potentiale 6 - 60 ms Zwischenhirn, MAEP Späte akustisch evozierte Potentiale Sehr späte akustisch evozierte Potentiale SFAEP Hörnerv (SA, SAP) Primärer Auditorischer Kortex 50-300 ms Sekundärer Auditorischer Kortex SAEP > 200 ms Assoziationsfelder SSAEP 2.5 Frühe Akustisch evozierte Potentiale Die FAEP können zur Auswertung durch die folgenden Größen charakterisiert werden: Die Potential- oder Reizantwortschwelle ist der niedrigste Pegel, bei dem akustisch evozierte Potentiale registrierbar sind. Die Hörschwelle ist der niedrigste Pegel, der gerade eben noch eine Hörempfindung hervorruft. Die Hörschwelle liegt im allgemeinen ca. 15 dB niedriger als die Potentialschwelle (HOTH u. LENARZ 1994). Dieses ist bedingt durch die Tatsache, daß schwache Reize, wie sie für die Bestimmung der Hörschwelle nötig sind, nur schwache evozierte Potentiale zur Folge haben. Diese heben sich nur sehr schwer erkennbar vom EEG-Rauschen ab. 18 2. Literaturübersicht Die Latenz [ms] eines Potentials ist die Zeit zwischen dem Reizbeginn und dem Maximalwert des jeweiligen Potentials. Mit zunehmendem Reizpegel findet eine Verkürzung der Latenz statt (Latenz-Intensitäts-Funktion). Die Interpeaklatenz [ms] ist der Zeitabstand zwischen zwei Potentialen. Eine wichtige Größe ist die Interpeaklatenz (IPL) I-V. Diese sog. Hirnstammlaufzeit ist ein empfindliches Maß für Funktionsstörungen im Bereich des Hörnerven (innerer Gehörgang) und des Hirnstamms. Bei retrokochleären Hörstörungen ist die IPL I-V verlängert. Die Amplitude [µV] ist die Größe der auf den Reiz hin auftretenden Spannung. Sie wird manchmal vom Extremwert zur Nullinie gemessen, meist jedoch als Differenz zwischen dem Minimum und dem Maximum eines Potentiales. Die Amplitude zeigt einen Anstieg mit zunehmendem Reizpegel (Amplituden-Intensitäts-Funktion) (HOTH u. LENARZ 1994). 2.5.1 Frühe akustisch evozierte Potentiale beim Menschen In den Hals-Nasen-Ohren-Heilkunde wird die Methode der ERA zur objektiven Messung der Hörfunktion eingesetzt. Besonders bei Patienten, die keine Angaben über ihr Hörvermögen machen können oder wollen, z. B. bei Neugeborenen bietet die Messung von AEP die Möglichkeit der objektiven Hörschwellenbestimmung. Im Bereich der Pädaudiologie gehört die Messung von frühen akustisch evozierten Potentialen zu den Standardmethoden zur Früherkennung von Hörstörungen (BEGALL u. VON SPECHT 1994). Die frühen akustisch evozierten Potentiale des Menschen setzen sich aus sieben vertex positiven Potentialen zusammen, die innerhalb einer Latenz von 1-10 ms auftreten. Sie werden sowohl mit römischen Ziffern P I - VII als auch mit J1 - J7, in Anlehnung an einen der Erstbeschreiber (JEWETT et al. 1970), bezeichnet. Die zeitliche Zuordnung und die genauen Latenzwerte der ersten fünf Potentiale sind in Tab. 5 dargestellt. 19 2. Literaturübersicht Tab. 5: Übersicht über die frühen akustisch evozierten Potentiale des Menschen. Aus: HOTH u. LENARZ (1994). FAEP Latenz bei Clickreizen (humanmed.) mit 70 dB HL topologische Zuordnung Potential I 1,8 [ms] Kochleäre Strukturen, Aktivität des Hörnerven Potential II 2,9 [ms] Eintritt des Hörnerven in den Hirnstamm Potential III 3,8 [ms] Hirnstamm (Nucleus cochlearis) Potential IV 5,0 [ms] Hirnstamm (ipsilaterale obere Olive oder Leminiscus lateralis) Potential V 5,8 [ms] Hirnstamm (contralaterale obere Olive oder Leminiscus lateralis oder Colliculus inferior) 2.5.2 Frühe akustisch evozierte Potentiale beim Tier Als erstem gelang JEWETT (1970) in tierexperimentellen Studien die Messung von akustisch evozierten Potentialen bei der Katze. Aber es wurde erst 10 Jahre später begonnen, die Messung von FAEP bei Haustieren intensiv zu untersuchen. So leitete MARSHALL (1985a) FAEP beim Pferd und beim Pony ab, und STRAIN et al. (1989) führten Untersuchungen über die Entwicklung der FAEP bei Kälbern durch. SIMS (1989, 1988) beschäftigte sich ausführlich mit den Möglichkeiten der elektrodiagnostischen Untersuchung von Hund und Katze und stellte dabei in seinen Arbeiten die unterschiedlichen Methoden (Impedanzaudiometrie, ERA) dar. STRAIN (1992) faßte in seiner Arbeit die Anwendungsbereiche der FAEP in der Veterinärmedizin zusammen. Das Interesse galt primär den FAEP des Hundes: SIMS und MOORE (1984 a, b) führten Untersuchungen über den Einfluß von Stimulusintensität und Stimulusrate auf die Ausprägung der FAEP durch. Sie stellten fest, daß ein Anstieg der Stimulusrate [Hz] eine Abnahme der Amplitude und eine Verlängerung der Latenz zur Folge hat. Ein Anstieg der Stimulusintensität [dB] führt zu einer Erhöhung der 20 2. Literaturübersicht Amplitude. Dies Ergebnis wurde von BODENHAMMER et al. (1985) bestätigt. Sie registrierten außerdem beim Hund eine Verlängerung der Latenzen durch das Absinken der Körpertemperatur auf £36°C. Auch MARSHALL (1985b) untersuchte den Einfluß der Stimulusintensität auf die FAEP des Hundes. Von HOLLIDAY und TE SELLE (1985) wurden die Effekte von verschiedenen Elektrodenpositionen auf die Hirnstammpotentiale des Hundes ermittelt. POOK und STEISS (1990) bemerkten bei ihren Untersuchungen an Hunden eine positive Korrelation zwischen einer Latenzverlängerung von Potential V (bzw. der IPL 1-5) und der zunehmenden Kopfgröße bei verschiedenen Hunderassen. MEIJ et al. (1992) stellten ebenfalls eine positive Korrelation zwischen FAEP und der Schädelgröße bzw. Körpergewicht fest. Auch SHIU et al. (1997) stellten in ihrer Studie einen signifikanten Unterschied zwischen Hunden mit großem Schädel (Dalmatiner) und kleinem Schädel (Jack-Russel-Terrier) fest. TOKURIKI et al. (1990) untersuchten an vier Hunden den Einfluß unterschiedlicher Narkosekombinationen (Xylazin-Atropin, Xylazin-Atropin-Ketamin, Xylazin-AtropinPentobarbital) auf die Latenzen der FAEP. Sie konnten keine Unterschiede in den Latenzwerten finden, außer einer signifikanten Latenzverkürzung von Potential VI bei der Xylazin-Atropin Kombination im Vergleich zu den Kombinationen XylazinAtropin-Ketamin und Xylazin-Atropin-Pentobarbital. Nach Untersuchungen von FISCHER (1990) erwies sich die Ableitung der FAEP beim Hund bei einer Vielzahl audiologischer und neurologischer Fragestellungen als indiziert u. a. bei neurologischen Erkrankungen oder Hirnstammtumoren. SIMS (1990) nutzte bei Hunden die ERA erfolgreich als Methode zur Diagnose von Taubheit. STEISS et al. (1990) beschrieben in ihrer Arbeit die Veränderungen der FAEP beim Vorliegen einer (experimentell erzeugten) Schalleitungsschwerhörigkeit. STEISS et al. (1992) setzten die Messung von FAEP zur Untersuchung von (experimentell) erworbenen Hörstörungen bei Hunden ein (Stenose des äußeren Gehörgangs, Perforation des Trommelfells). Sie stellten eine Anhebung der Hörschwelle und in einigen Fällen eine Verschiebung der Latenz-Intensitäts- 21 2. Literaturübersicht Kennlinie fest. Eine Perforation des Trommelfells regeneriert sich nach 14 Tagen (STEISS et al. 1992), eine komplette Abheilung ist mit dem 21. bis 35. Tag erreicht. Schalleitungsschwerhörigkeiten wurden ebenfalls von STRAIN et al. (1993) untersucht, die mittels Knochenleitung evozierte Potentiale auslösten. Neben den experimentellen Studien lag ein weiterer Schwerpunkt der Untersuchungen der FAEP bei Hunden in dem Erkennen von angeborener Taubheit (STRAIN 1991; NEER 1995), die sich als progressive Degeneration der Kochlea mit Verlust der Haarzellen äußert (WILKES u. PALMER 1992). Die angeborene Taubheit beim Hund betrifft in erster Linie Rassen, bei denen eine extreme Scheckung oder ein großer Weißanteil auftritt (z. B. Dalmatiner, Englisch Setter, Bullterrier). Weiter sind Rassen mit der Merle-Färbung prädisponiert (z. B. Australischer Schäferhund, Collie, Dackel, Dogge). Die angeborene Taubheit ist besonders häufig beim Dalmatiner (MAIR 1979). Sie tritt u.a. auch beim Dobermann auf und äußert sich als progressive Degeneration der Kochlea mit Verlust der Haarzellen (WILKES u. PALMER 1992). HOLLIDAY (1992) führte audiometrische Messungen an 900 Dalmatinern durch und konnte bei 7% der untersuchten Hunde eine beidseitige Taubheit und bei 21% der Tiere eine einseitige Hörstörung feststellen. Er bemerkte außerdem eine signifikant höhere Inzidenz für die angeborene Taubheit bei Tieren mit Irisheterochromie. STRAIN et al. (1992) stießen mit Hilfe der ERA bei 1031 untersuchten Dalmatinern auf 8,1% Tiere mit beidseitiger und 21,6% mit einseitiger Taubheit. STRAIN et al. (1991) und SHELTON et al. (1993) untersuchten die Entwicklung der FAEP beim Hundewelpen. Die angeborene Taubheit beim Hund kann in bestimmten Zuchten mit einer Inzidenz von bis zu 30 % auftreten (STRAIN 1991). Das Züchten mit einem einseitig tauben Elterntier verdoppelt bereits den Anteil an tauben Welpen unter den Nachkommen (STRAIN 1996). 22 2. Literaturübersicht Seit dem 01.01.1995 müssen beim DEUTSCHEN DALMATINER CLUB alle Zuchttiere audiometrisch untersucht werden. Ertaubte Tiere (auch unilateral) werden von der Zucht ausgeschlossen. STRAIN (1996) präsentierte Ergebnisse der ERAMessung von 3000 getesteten Dalmatinern und berichtet von Genuntersuchungen, die das Gen lokalisieren sollen, welches die Taubheit beim Dalmatiner auslöst. Die Entwicklung eines Bluttestes, der das Erkennen von Hunden mit diesem Gen möglich macht, schließt sich an. Durch einen Zuchtausschluß dieser Tiere soll das Gen endgültig aus den Zuchtlinien eliminiert werden. 2.5.3 Frühe akustisch evozierte Potentiale bei der Katze Die ersten Untersuchungen der FAEP der Katze wurden von JEWETT (1970) durchgeführt. Die Katze ist als Versuchstier im Bereich der Neurochirurgie bzw. Neurophysiologie etabliert. Aufgrund der vergleichbaren anatomischen und physiologischen Verhältnisse (Tab. 5 u. Tab. 6) wird sie seit langem als Modell für Hörstörungen des Menschen und bei der Entwicklung von Hörprüfmethoden eingesetzt (FULLERTON et al. 1987; VAN DEN HONERT u. STYPULKOWSKI 1986; BLACK et al. 1983). Tab. 6: Übersicht über die frühen akustisch evozierten Potentiale der Katze. Nach: *VAN DEN HONERT u. STYPULKOWSKI (1986) **SIMS (1988), BUCHWALD u. SHIPLEY (1986), MELCHER et al. (1996) Latenz bei Clickreizen FAEP topologische Zuordnung** mit 90 dB SPL* Potential I 1,10 [ms] Aktivität des N. cochlearis (Spiralganglion) Potential II 1,90 [ms] ipsilat. Nucleus cochlearis (globuläre Zellen) Potential III 2,51 [ms] dorsaler Nucleus des trapezoid body des ipsi- und/oder kontralateralen Hirnstammes, obere Olive Potential IV 3,60 [ms] Hirnstamm (ipsilaterale obere Olive oder Leminiscus lateralis) Potential V o. A. ipsi- oder kontralateraler kaudaler Colliculus inferrior 23 2. Literaturübersicht JEWETT und ROMANO beschrieben bereits 1972 die Entwicklung von akustisch evozierten Potentialen bei der Katze vom 9. bis zum 110. Lebenstag. Mit ihrem Meßsystem konnten sie erstmals am 12. Lebenstag bei anästhesierten Katzenwelpen mit Stimuli von 40 bis 69 dB SPL akustisch evozierte Potentiale registrieren. Mit zunehmendem Alter der Tiere stellten sie eine Verkürzung der Latenzen fest. Außerdem zeigte sich eine Verkürzung der Latenzen mit Zunahme der Stimulusintensität und eine Abnahme der Amplitude mit Zunahme der Stimulusrate. BUCHWALD und SHIPLEY (1986) untersuchten die Entwicklung der AEP bei der Katze vom Tag der Geburt bis zum 60. Lebenstag. Sie konnten bereits am 4.-6. Lebenstag eine Ableitung von AEP erzielen. Voraussetzung dafür waren laute Stimuli und eine langsame Reizrate. Bei den Latenzen stellten sie in den folgenden 60 Tagen einen exponentiellen Abfall und eine deutliche Verkürzung fest. Auch WALSH et al. (1992) studierten die Entwicklung der AEP bei der Katze vom Tag der Geburt bis zum 90. Lebenstag und stellten ebenfalls eine deutliche Latenzverkürzung in den ersten Lebenstagen fest. Sie leiteten die AEP zwischen einer Nadelelektrode am Scheitel (Vertex) und an der Nase ab. Bei JEWETT und ROMANO (1972) erfolgte die Ableitung der Potentialdifferenzen zwischen einer Schraube am Scheitel der Katze und einem Pad an der Zunge. BUCHWALD und SHIPLEY (1986) leiteten die Potentiale zwischen einer Diskelektrode oder einer Schraube am Scheitel und einer Referenzelektrode im Nacken bzw. an der Ohrspitze ab. FULLERTON et al. (1987) stellten bei ihren unter Barbituratnarkose durchgeführten Messungen eine Verlängerung der Latenzen und eine gelegentliche Abnahme der Amplitude um weniger als 25 % fest. HIKASA et al. (1993) konnten nachweisen, daß die Prämedikation mit Thiopental, Ketamin, Diazepam und Xylazin die EEG-SpikeFrequenz nicht beeinflußte, dafür die Spike-Amplitude aber deutlich reduzierte. SIMS und HOROHOV (1986) beobachteten die Effekte von Xylazin und Ketamin auf den akustischen Reflex und die FAEP der Katze. Sie verabreichten zu Beginn Xylazin in einer Dosierung von 1 mg/kg KGW i.m. und injizierten 5 Minuten später Ketamin (10 mg/kg). Die zusätzliche Applikation von Ketamin führte nur bei 90 dB HL zu einem signifikanten Anstieg der Latenz von Potential III, IV und V. Bei einer 24 2. Literaturübersicht Stimulusintensität von 80 oder 70 dB HL konnten SIMS und HOROHOV (1986) eine Latenzverkürzung von Potential III/IV bzw. Potential II feststellen. Die Amplituden der einzelnen Potentiale wurden durch die Verabreichung von Ketamin nicht beeinflußt. Die Medikamentenkombination Xylazin-Ketamin wird von ihnen für die elektrophysiologische Messung empfohlen, da sie den akustische Reflex nicht und die FAEP nur minimal beeinflußt. BUCKMASTER et al. (1993) untersuchten die Auswirkungen eines Vitamin B6 Mangels auf die FAEP der Katze, sie stellten bei Tieren mit 90-tägiger Vitamin B-6Mangel-Diät signifikante Veränderungen in den Interpeaklatenzen der späteren Potentiale fest. PHILLIPS et al. (1994) nutzten die akustisch evozierten Potentiale zur Diagnostik von neurologischen Abnormalitäten. Sie registrierten bei Katzen mit einer Infektion mit dem felinen Immundefizienzvirus (FIV) Abweichungen bei den akustisch evozierten Potentialen. Die Verlängerung der Latenzen war besonders signifikant für die Potentiale PI, P III und P IV. BUCHWALD und SHIPLEY (1986) ermittelten durch Läsionsstudien die Generatoren der einzelnen Potentiale. SIMS (1989, 1988) kam zu ähnlichen Ergebnissen und auch MELCHER et al. (1996) identifizierten in experimentellen Arbeiten die Generatoren der einzelnen FAEP-Komponenten bei der Katze (Tab. 6). 25 2. Literaturübersicht 2.6 Problemstellung und Zielsetzung Die Messung von frühen akustisch evozierten Potentialen (FAEP) ist ein objektives Verfahren zur Diagnose von Hörstörungen, das auch in der Veterinärmedizin in den letzten Jahren vermehrt klinische Anwendung findet. Trotz langjährigem Einsatz der Katze als experimentelles Modell in der Hörforschung fehlen kontinuierliche Meßreihen über die Entwicklung der FAEP bei der Katze. In dieser Arbeit wird die Entwicklung der frühen akustisch evozierten Potentiale bei der Katze von der 1. Lebenswoche bis zum 365. Lebenstag untersucht. Als Meßgrößen wurden die Hörschwelle, die Latenzen und die Interpeaklatenzen sowie die Amplitude der Potentiale ausgewertet. Das Ziel der durchgeführten Untersuchungen war es, mit Hilfe dieser Meßmethode die Ausreifung der zentralen Hörbahn der Katze zu charakterisieren. Die Ergebnisse über die Entwicklung der akustisch evozierten Potentiale dienten in der experimentellen Otologie der Medizinischen Hochschule als Grundlage für vergleichende Untersuchungen akustisch deprivierter Tiere nach elektrischer Stimulation (CORDS 1996). Die FAEP von Katzen mit experimentell induzierter Schwerhörigkeit bzw. Taubheit wurden registriert und charakterisiert. Ergänzend werden FAEP von Katzen gezeigt, die in der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover vorgestellt wurden. Die Zahl der Patienten steigt, denn immer mehr Besitzer wünschen eine objektive Beurteilung des Hörstatus ihrer Haustiere. Für einige Hunde- und Katzenrassen ist der Nachweis einer beidseitigen vollständigen Hörfähigkeit eine unabdingbare Voraussetzung für die Zulassung zur Zucht. 26 3. Material und Methode 3 MATERIAL UND METHODE 3.1 Material 3.1.1 Tiere 3.1.1.1 Gruppe 1 und Gruppe 2 Die untersuchten Katzen der Entwicklungsstudie (Gruppe 1, n = 42) und die experimentell ertaubten Tiere (Gruppe 2, n = 40) stammten aus der Katzenzucht des Zentralen Tierlabores der Medizinischen Hochschule Hannover. Die Gruppenhaltung in vollklimatisierten Räumen entsprach den Bedingungen für die Haltung von Versuchstieren nach der EG-Richtlinie für die Länder der Europäischen Union. Die Katzen erhielten freiverkäufliches Dosen- und Trockenfutter und waren frei von jeglichen Endo- und Ektoparasiten. Der gesamte Bestand war serologisch negativ bezüglich FIV, FeLV und Toxoplasmose, gegen Katzenschnupfen und Katzenseuche wird geimpft. 3.1.1.2 Gruppe 3 Bei dieser Gruppe (n = 16) handelt es sich um Patienten der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover, die 1996 zur audiometrischen Untersuchung vorgestellt wurden. 3.1.2 Sachmaterial 3.1.2.1 Pharmaka a.) Xylazin 2% (20 mg/ml,Rompun , Fa. Bayer) b.) Ketamin 5% (50 mg/ml, Ketamin 5% , Fa. WDT) c.) Atropinsulfat (0,5 mg/ml, Atropinsulfat Braun 0,5 mg , Fa. Braun Melsungen ) d.) Neomycinsulfat in 0,9% NaCl-Lsg (50 mg/ml) Mit Xylazin, Ketamin und Atropin wurde die Sedierung bzw. die Narkose der zu untersuchenden Katzen durchgeführt, das experimentelle Ertaubung der Tiere verwandt. Neomycinsulfat wurde für die 3. Material und Methode 27 3.1.2.2 Technische Geräte Gruppe 1 und Gruppe 2 Die Ableitung der FAEP erfolgte bei den Tieren der Gruppe 1 und 2 mit Hilfe einer ERA-Meßeinheit WESTRA ERA Q/S-02 (Version 3.61) der Firma Westra Electronic GmbH (Welden/Augsburg, Deutschland). Diese Meßeinheit basiert auf einem Computer mit einem vierkanaligen Meßaufnehmer, integriertem Signalgenerator, einem Verstärker, einem Analog/Digital-Wandler und einem Bandpaßfilter. Extern an den Computer angeschlossen waren ein Farbmonitor (Fa. Eizo, Modell Flexiscan 9060s), ein Lautsprecher, Ableitelektroden (Fa. Nicolet), ein Vorverstärker (Fa. Ledu, Modell 222) und ein Drucker (Fa. Hewlett-Packard, Modell HP-DeskJet 500). Gruppe 3 Bei diesen Katzen wurde die Ableitung der FAEP mit dem klinikeigenen Meßgerät, einem NICOLET MEDIAN (Version 2.43) der Firma Nicolet Biomedical (Kleinostheim, Deutschland), durchgeführt. Dies Gerät verfügt über eine ähnliche Austattung wie die o.g. Meßeinheit. Die Applikation der Stimuli erfolgte beim diesem Gerät entweder über Kopfhörer (Fa. Beyerdynamic, Typ DT 4848 At) oder sogenannte Tips (Tubal Insert Earphones, Fa Nicolet), die in den Gehörgang eingesetzt wurden. 28 3. Material und Methode 3.2 Methode In Gruppe 1 wurde die Entwicklung der FAEP bei sechs Katzenwelpen (europäisch Kurzhaar) beobachtet. Die Katzen wurden zufällig aus zwei verschiedenen Würfen ausgewählt und über einen Zeitraum vom 7. Tag post partum bis zum 365. Lebenstag) untersucht.3 In den ersten drei Wochen wurden zweimal wöchentlich Untersuchungen durchgeführt. Die Meßintervalle wurden ab dem 30. Lebenstag kontinuierlich größer. Der Abstand zwischen den letzten beiden Messungen betrug zwölf Wochen (Abb. 4). Diese longitudinale Messung wurde durch Einzel- und Mehrfachmessungen von sechsunddreißig weiteren Katzen verschiedener Altersstufen ergänzt. Die Katzen der Gruppe 2 wurden im Alter von 3-6 Wochen, die Tiere der Gruppe 3 im Alter von 3 Monaten bis 13 Jahren in einer einzelnen FAEP-Messung auf ihr Hörvermögen untersucht. Anzahl 24 22 20 20 19 18 17 18 16 14 12 12 9 10 8 6 7 6 4 6 11 10 8 6 8 6 6 6 6 6 6 6 6 6 6 3 4 2 0 7 8 9 11 16 19 23 26 32 34 39 41 46 48 54 60 67 75 90 110 120 150 165 180 270 365 Meßzeitpunkt [Tage post partum ] Abb. 4: Darstellung der Meßzeitpunkte und Anzahl der untersuchten Katzen an den einzelnen Lebenstagen im Rahmen der Entwicklungsstudie (Gruppe 1). 3 Es handelte sich nach § 7 des Tierschutzgesetzes um einen Tierversuch, der unter der Nummer 93/641 von der Bezirksregierung genehmigt war. Das Tierversuchsvorhaben ist mit der Bezeichnung "Klinische und tierexperimentelle Untersuchungen zur Evaluierung der Möglichkeiten und Risiken des Cochlear-Implantates bei Kindern" zugelassen. 3. Material und Methode 29 3.2.1 Meßprinzip zur Aufnahme von frühen akustisch evozierten Potentialen Ein Meßsystem zur Aufnahme von akustisch evozierten Potentialen setzt sich aus verschiedenen Einzelelementen zusammen (Abb. 5). Man kann einen reizgebenden und einen ableitenden Teil unterscheiden. Der reizgebende Teil ist charakterisiert durch den Clickgenerator und den Lautspecher als Schallquelle. Der Trigger steuert die reizsynchrone Meßaufnahme, durch ihn wird eine feste zeitliche Kopplung zwischen Reiz und Ableitung der Reizantwort hergestellt. Dieses ist Voraussetzung für die nachfolgende Mittelwertbildung durch den Averager. Die AEP haben eine außerordentlich kleine Amplitude, sowohl absolut als auch relativ zu den Potentialen des spontanen Elektroenzephalogramms (EEG, 1-100 µV), oder im Vergleich zu Muskelpotentialen. Durch dieses ungünstige Signal-/Rauschverhältnis können die AEP nach einem akustischen Einzelreiz nicht direkt beobachtet werden. Der auslösende Reiz muß wiederholt angeboten, und die Einzelantworten aufsummiert werden. Bei dem sog. Averaging wird das akustisch evozierte Potential in eine Serie von Zeitintervallen aufgeteilt, die in einem ihrem Zeitpunkt zugeordneten Speicher abgelegt werden. Jeder Digitalwert wird zu dem vorhergehenden Wert in diesem Speicherplatz addiert (MEYER-WAARDEN 1985). Da das EEG ein zufälliges Rauschen darstellt und nicht zeitlich gekoppelt ist, nimmt der Einfluß des EEG mit zunehmender Anzahl der Durchgänge ab, und das eigentliche Signal tritt immer deutlicher hervor (SIMS 1988). Die Registration der gemessenen Potentiale auf der ableitenden Seite beginnt mit den Ableitelektroden. Sie stellen eine elektrisch leitende Verbindung zwischen dem Patienten und der Meßelektronik her. Die Ableitelektroden sind bipolar verschaltet, es werden jeweils die Potentialdifferenzen zwischen zwei Elektroden abgegriffen. Die akustisch evozierten Potentiale liegen im Mikrovoltbereich (0,01 bis 1µV) und bedingen den Einsatz von diversen Verstärkern und Filtern. Im Anschluß daran folgt eine Umwandlung von analogen in digitale Signale, was die Auswertung der AEP am PC ermöglicht. 30 Abb.5: Schematischer Aufbau einer ERA-Meßeinheit. 3. Material und Methode 3. Material und Methode 31 3.2.2 Geräte-Einstellungen WESTRA ERA Q/S-02 Der Vorverstärker des WESTRA ERA Q/S-02 Gerätes arbeitete mit einem Verstärkungsfaktor von 100. Die Leistung des Ableitverstärkers ermöglichte eine 1.000-50.000 fache Verstärkung. Der verwendete Bandpaßfilter der ERA-Meßeinheit hatte eine untere Grenzfrequenz von 100 Hz und eine obere Grenzfrequenz von 1,5 kHz. Die Aufnahmezeit der einzelnen Messungen betrug 20 ms, die Abtastfrequenz 25 kHz. Bei den sieben bis neun Tage alten Katzenwelpen wurde die Ableitung von FAEP nur mit einem Stimulus von 100 dB nHL durchgeführt. Die Stimulation der älteren Katzen erfolgte in 10 dB Abständen in einem Bereich von 100 bis 50 und 50 bis 0 dB nHL. Das verwendete Meßgerät ist in der Lage, 6-fach quasisimultane Messungen durchzuführen, d. h. die unterschiedlich starken Stimuli werden in bestimmter Reihenfolge nacheinander ausgegeben, und die dazugehörigen sechs FAEP werden parallel durch den Averager verarbeitet. Die Ausgabe der Stimuli erfolgte monoaural über einen Lautsprecher der Firma Westra Electronic GmbH. Als akustischer Stimulus wurden biphasische Rechteckimpulse (sog. Clicks) mit einer Pulsdauer 0,15 ms und einer Frequenz von 20 Hz verwendet. Die Meßkurven setzten sich aus jeweils 500 Einzelableitungen zusammen. NICOLET MEDIAN Dieses ERA-Meßgerät verwendet einen Bandpaßfilter mit einer unteren Grenzfrequenz von 150 Hz und einer oberen Grenzfrequenz von 2 kHz. Die Messung der FAEP erfolgte standardmäßig mit 70 dB nHL, bei Bedarf erfolgte weitere Aufnahmen in 20 dB Schritten über den Bereich von 80 - 20 dB nHL. Die Messung der unterschiedlichen Schalldruckpegeln wurde mit dem Nicolet Median nacheinander durchgeführt, eine quasisimultane Messungen wurde nicht verwendet. 32 3. Material und Methode 3.2.3 Vorversuche In verschiedenen Vorversuchen wurden an der WESTRA ERA Q/S-02 die Auswirkungen von Änderungen des Abstandes zur Schallquelle, der Position der Ableitelektroden und der Anzahl der Mittelungen untersucht. Außerdem wurde der Einfluß der Pausendauer und der Kombination der Reizpegel betrachtet. 3.2.4 Messung der frühen akustisch evozierten Potentiale bei normalhörenden Katzen Die in der Katzenzucht geborenen und aufgewachsenen Tiere verblieben bis kurz vor Beginn der Messung in ihrer gewohnten Umgebung. Die Untersuchungen fanden in einem separaten, ruhigen Raum statt. In den meisten Fällen wurde zur Vermeidung von Artefakten, z. B. durch Muskelaktivitäten, eine leichte Sedierung durchgeführt. Die Sedierung erfolgte durch subkutane Injektion von Rompun (Xylazin) in einer Dosierung von 1 mg/kg Körpergewicht. Die sieben bis neun Tage alten Welpen wurden grundsätzlich ohne Sedierung gemessen. In einzelnen Fällen war es auch bei älteren Katzen bei entsprechender Gewöhnung und Kooperationsbereitschaft der Katze möglich, die audiometrische Messung am unsedierten Tier durchzuführen. Die sedierten Tiere wurden in Brustlage verbracht und der Kopf nach adspektorischer Untersuchung des äußeren Gehörgangs in Seitenlage abgelegt. Das oben liegende, zu messende Ohr wurde über den Lautsprecher der ERAMeßeinheit beschallt. Der Lautsprecher wurde direkt vor dem Eingang des äußeren Gehörgangs positioniert, ohne die empfindlichen Haare in der Ohrmuschel zu berühren. Während der Narkose wurde bei längeren Messungen die Körpertemperatur rektal kontrolliert und durch eine Rotlichtlampe bzw. eine Wärmeunterlage, konstant gehalten. 3. Material und Methode 33 Die Ableitung der FAEP erfolgte über die subkutane plazierten Nadelelektroden. Die positive Referenzelektrode (aktive Elektrode) wurde am Vertex über der sagitalen Sutur vor dem rostralen Rand der Ohrmuschel plaziert. Die negative Elektrode wurde am ipsilateralen Mastoid, d. h. am Ohrgrund auf Höhe des Warzenfortsatzes des Schläfenbeins auf der zu messenden Seite positioniert. Die Erdungselektrode wurde dorsal im Nacken befestigt (Abb. 6). Der Einstich der drei Nadelelektroden erfolgte von kaudal nach kranial, in eine parallel zur Körperachse verlaufende Hautfalte. Abb. 6: Position der Differenzelektroden an Vertex (positiv) und Mastoid (negativ) sowie im Nacken der Katze (Masse). Nach: PINTERA u. MARGET (1988). 34 3. Material und Methode 3.2.5 Messung der frühen akustisch evozierten Potentiale bei experimentell ertaubten Katzen Die ERA wurde in einer zusätzlichen Untersuchung zur Überprüfung von mit Aminoglycosidantibiotika ertaubten Katzen eingesetzt. Den neugeborenen Welpen wurde zur Ertaubung ab dem ersten Tag p. p. über 16-20 Tage täglich Neomycinsulphat-Lösung subkutan in der Dosierung 50mg/kg/Tag verabreicht. Die Ertaubung wurde im Alter von 21-28 Tagen durch die Messung von FAEP kontrolliert. Bei einem Resthörvermögen der Versuchstiere wurde Neomycin weitere 4 Tage appliziert. Im Anschluß daran erfolgte eine erneute Kontrolle über das Vorliegen einer vollständigen Taubheit. Die Vorbereitung der Katzen und die Ableitbedingungen entsprachen denen der Gruppe 1. Die Stimulation erfolgte ebenfalls über Lautsprecher mit Clickreizen (0,15 ms Dauer, 20Hz). Als Schalldruckpegel wurden 100-70 dB nHL eingesetzt. 3.2.6 Messung der frühen akustisch evozierten Potentiale bei klinischen Patienten Diese Katzen wurden von ihren Besitzern in der Klinik für Kleine Haustiere zur audiometrischen Untersuchung vorgestellt (Tab. 7). Die Tiere wurden einer klinischen Allgemeinuntersuchung unterzogen, dabei wurde gleichzeitig die Narkosefähigkeit der Tiere überprüft. Die Narkose erfolgte durch intramuskuläre Aplikation von Xylazin (20 mg/ml in einer Dosierung von 1-2 mg/kg KGW), Ketamin (50 mg/ml in einer Dosierung von 10 mg/kg KGW) und Atropin (0,5 mg/ml in einer Dosierung von 0,05 mg/kg KGW). In der Narkose erfolgt eine gründliche endoskopische Untersuchung des äußeren Gehörgangs und des Trommelfells. Die Lagerung erfolgte in Brust/Bauchlage und die Ableitposition der Differenzelektroden war mit den anderen Gruppen identisch. Als Grundelektrode fungierte jeweils eine am kontralateralen Mastoid befestigte Elektrode. Die Stimulation erfolgte über einen Kopfhörer, der mit leichtem Druck beidseits über dem äußeren Gehörgang fixiert wurde, mit 70 dB nHL (Screening) oder abgestuft mit 8020 dB nHL zur Überprüfung der Hörschwelle. 3. Material und Methode 35 Tab. 7: Übersicht über die in der Klinik für Kleine Haustiere vorgestellten Patienten (Gruppe 3). ID Geschlecht Alter Unters.grund 3 Mo Zucht Fellfarbe Augenfarbe Britisch Kurzhaar weiß grün Rasse 22331 männlich 55177 männlich 3J Zucht Norw. Waldkatze weiß orange 55936-1 männlich 2J Zucht Main Coon weiß grün 55936-2 weiblich 6 Mo Zucht Main Coon weiß rechts: grün links: orange 57867-1 weiblich 5J Zucht Perser weiß orange 57867-2 weiblich 1J Zucht Foreign White weiß blau 57867-3 weiblich Perser weiß orange 60470 weiblich Britisch Kurzhaar weiß orange 61835 weiblich 8 Mo Zucht Perser weiß orange 60625 männlich 4 Mo Taubheit Perser weiß rechts: orange links: blau 59488 männlich 1J Taubheit Europ. Kurzhaar 57361 weiblich 11 J Otitis Perser 58645 männlich 3J Otitis Europ. Kurzhaar 58732 männlich 13 J Otitis Europ. Kurzhaar 59589 männlich 2J Otitis Europ. Kurzhaar 61236 weiblich 6J Schädeltrauma Europ. Kurzhaar 8 Mo Zucht 1J Zucht 36 3. Material und Methode 3.2.7 Datenerfassung und Auswertung Während der Messung erfolgte bei der WESTRA ERA Q/S-02 und dem NICOLET MEDIAN eine simultane Darstellung der gemittelten FAEP auf dem Monitor im Bereich von 0 bis 20 ms. Beide Geräte verfügen über integrierte Auswerteprogamme und ermöglichten eine Bearbeitung der gemessenen Kurven auf dem Bildschirm. Dabei wurden die Potentiale durch Einstellung beweglicher Zeitmarkierungslinien markiert. Positive Potentialspitzen entsprachen einer positiven Ladung der Vertexelektrode zur Ohrelektrode. Sie wurden in Anlehnung an VAN DEN HONERT und STYPULKOWSKI (1986) mit P bezeichnet und mit römischen Zahlen numeriert. Für Gruppe 1 wurden die Latenzen und Interpeaklatenzen im Anschluß daran in Form einer Tabelle zusammen mit den Meßkurven auf einem handelsüblichen Drucker ausgedruckt. Die ersten fünf Potentiale wurden für die weitere Auswertung verwendet. Die nachfolgenden Potentiale waren in ihrem Aussehen und Verhalten so variabel, daß sie für die weitere Analyse nicht verwendet wurden. Die Amplituden mußten nach Ausdruck der Kurven manuell ausgemessen werden. Bei der Auswertung der Entwicklungsreihen der Latenzen und Interpeaklatenzen wurden nur die Ergebnisse ab dem 16. Lebenstag berücksichtigt, da erst zu diesem Zeitpunkt alle Potentiale signifikant verschieden waren. Im Rahmen dieser Untersuchung wurde der niedrigste Schalldruckpegel [dB], bei dem bei normaler Verstärkung gerade noch erkennbare Potentiale auftraten, als Potentialschwelle [dB] angesehen. Als Hörschwelle [dB] wurde der Reizpegel 10 dB unterhalb der Potentialschwelle definiert. Da die Messungen in 10 dB Schritten durchgeführt wurden, handelte es sich bei der Hörschwelle damit um den höchsten verwendeten Schalldruckpegel, bei dem sich bei normaler Verstärkung keine Potentiale erkennbar vom EEG-Rauschen abhoben. Die Latenz [ms] der Potentiale wurde entsprechend der Literatur als Zeitintervall zwischen dem Reizbeginn und dem Maximum des jeweiligen Potentials angegeben. Als Interpeaklatenz (IPL) [ms] wurde der Zeitabstand zwischen zwei Potentialmaxima bezeichnet. Die Amplitude [µV] wurde bei der Auswertung als Differenz zwischen dem Minimum und dem Maximum eines Potentiales bestimmt. Die ermittelten Daten wurden auf einen herkömmlichen PC übertragen und dort unter dem Tabellenkalkulationsprogramm 3. Material und Methode 37 Microsoft Excel Mittelwerte (MW) und Standardabweichungen (Staw.) berechnet. Das Programm SPSS für Windows wurde zur weiteren statistischen Auswertung eingesetzt. Es wurden Mittelwertvergleiche durchgeführt (Student-T-Test), Korrelationen zwischen den verschiedenen Parametern berechnet sowie nicht parametrische Tests (Whitney-Man-U) durchgeführt. Als signifikant galten Unterschiede mit einer Irrtumswahrscheinlichkeit p £ 0,05, d. h. einem Signifikanzniveau von £ 5%. Die FAEP der experimentell ertaubten Katzen (Gruppe 2) und der klinischen Patienten (Gruppe 3) wurden nur auf morphologische Unterschiede zu den FAEP normalhörenden Katzen untersucht. Die Einteilung des Schweregrades der Hörschädigung erfolgte dabei in Anlehnung an ROSE (1977a) (Tab. 8). Tab. 8: Einteilung der Hörstörungen bei Hund und Katze nach ROSE (1977a). dB nHL Hörverlust (%) Gruppe Beschreibung -20 bis +35 0 +40 dB 10 A nicht signifikant +45 dB 20 B erkennbar +55 dB 30 C leicht +65 dB 50 D deutlich +75 dB 65 D sehr deutlich +85 dB 85 E schwer +90 dB 95 F extreme +95 dB 100 vollständig 38 4. Ergebnisse 4 ERGEBNISSE 4.1 Vorversuche 4.1.1 Typisches Aussehen der frühen akustisch evozierten Potentiale der Katze Die mit der Standardeinstellung abgeleiteten FAEP-Meßkurven der Katzen waren charakterisiert durch das Auftreten von fünf vertexpositiven Potentialen in den ersten 5 bis 10 ms nach Stimulusbeginn. Die Potentiale wurden fortlaufend mit römischen Nummern von I bis V benannt und als P I, P II, P III, P IV und P V bezeichnet. Abb. 7 zeigt eine typische Meßkurve von frühen akustisch evozierten Potentialen bei der Katze. Bei den durchgeführten Analysen war das Potential I häufig kleiner als das nachfolgende Potential II (Abb. 7). Der umgekehrte Fall (PI>PII) trat ebenfalls auf (Abb. 8). Zwischen P I und P II erschien gelegentlich ein kleines zusätzliches Potentialmaximum. Die Amplitude dieses Zusatzpotentials war deutlich kleiner als die der benachbarten Potentiale. Potential III hatte eine ähnliche Amplitude wie Potential II und P IV. Potential III war gekennzeichnet durch ein zweigipfliges Maximum. Potential IV war das prominenteste Potential in den FAEP der Katze. Es hatte auch bei niedrigen Schalldruckpegeln eine hohe Amplitude und ein deutliches Maximum. Deshalb wurde besonders dieses Potential Hörschwelle berücksichtigt. Potential IV lag bei der Bestimmung der außerdem vor einem tiefen vertexnegativen Potential, das den Übergang zum Potential V darstellte. Potential V hatte eine geringere Amplitude als Potential IV und konfluierte mit den nachfolgenden Potentialen. Abb. 7: Beispiel einer FAEPMeßkurve der Katze. Die Latenz [ms] eines Potentials ist die Zeit zwischen dem Reizbeginn (Pfeil) und dem Maximalwert des Potentials. Die Amplitude [µV] entspricht der Differenz zwischen Minimum und Maximum eines Potentials. 4. Ergebnisse 39 4.1.2 Anzahl der Mittelungen Für die Gewinnung auswertbarer FAEP mit deutlich abzugrenzenden Potentialen erwies sich in den Vorversuchen die Mittelung von 500 Einzelkurven (in der Kombination mit einer 10.000-fachen Verstärkung) als ausreichend. Messungen mit 1.000 fachem Averaging bei einer 5.000 fachen Verstärkerleistung ergaben nahezu identische Ergebnisse. 4.1.3 Pausendauer zwischen den einzelnen Stimuli In den Vorversuchen konnte festgestellt werden, daß die Verringerung der Reizrate (d. h. der Abstandes zwischen zwei Clicks) zu einer deutlicheren Abgrenzung der Potentiale III/IV und IV/V und damit zu einem Anstieg der Amplitude dieser Potentiale führte. Auf die Latenzen hatte die Verlängerung der Pausendauer keinen Einfluß. Als Standardeinstellung wurde eine Pausendauer von 30 ms ausgewählt. Die Aufnahmedauer nach Applikation des akustischen Reizes betrug 20 ms, der nächste Click folgte somit nach jeweils 50 ms. Daraus ergab sich eine Stimulationsfrequenz von 20 Hz. 4.1.4 Position der Ableitelektrode Für die aktive Elektrode, die Referenzelektrode und die Erdungselektrode wurden verschiedene Ableitpositionen ausgetestet. Für die Elektrode am Vertex führte eine Verschiebung der Elektrodenposition um 1 cm oder mehr zu einer Abweichung in der Ausbildung der Kurven (Abb. 8a-c). Es traten Änderungen der Amplituden der einzelnen Potentiale auf, insbesondere bei Potential V. Eine Abweichung in der Position der zweiten Differenzelektrode am Mastoid wirkte sich ebenfalls auf die Amplitude aus: Auch hier fielen die FAEP bei verschiedenen Ableitpositionen rund um das Ohr deutlich unterschiedlich aus. Eine variierte Plazierung der Erdungselektrode hatte keine Auswirkungen auf Potentiale I bis IV. Für die nachfolgenden Potentiale waren nur geringfügige Änderungen in der Amplitude festzustellen. Als Standardposition der Ableitelektroden wurden die unter 3.2.4. angegebenen Elektrodenpositionen verwendet (siehe Abb. 6). 40 4. Ergebnisse Abb. 8 a+b: Ableitung von FAEP bei verschiedenen Positionen der Vertexelektrode. Die oberen Potentialkurven (1-3) sind mit der standardmäßig verwendeten Ableitposition der Elektrode an der sagitalen Sutur vor dem rostralen Rand der Ohrmuschel aufgenommen. Die unteren Kurven (4-6) wurden mit einer am rostralen Ende des Os frontale (Stop) positionierten Elektrode abgeleitet. Die Stimulation erfolgte für a+b jeweils bei 90 -70 dB nHL. 4. Ergebnisse 41 Abb. 8 c+d: Ableitung von FAEP bei verschiedenen Positionen der Vertexelektrode Die FAEP 7-9 wurden mit einer in der Mitte des Os frontale angesetzten Elektrode abgeleitet. Die Position der Ableitelektrode bei den FAEP 10-12 war am Hinterhauptbein in Nackenhöhe. Die Stimulation erfolgte für c+d jeweils bei 90 -70 dB nHL. 42 4. Ergebnisse 4.1.5 Abstand der Schallquelle zum stimulierten Ohr Der Abstand der Schallquelle zum Ohr beeinflußte die Latenzen der FAEP. Ein größerer Abstand zwischen Lautsprecher und Ohr hatte einen der Abnahme des Schalldruckpegels vergleichbaren Effekt. Bei einem Abstand von 13 cm trat eine deutliche Verlängerung der Latenzen (+ 0,4 ms) auf. Eine kontinuierliche Verminderung der Amplitude war bei einer Vergrößerung des Abstands von 1 cm auf 20 cm zu erkennen (Abb. 9). Abb. 9: Beispiel für Variationen in der Kurvenform der FAEP bei Veränderung des Lautsprecherabstandes. 4. Ergebnisse 43 4.1.6 Kombination der Reizpegel Im Rahmen dieser Arbeit wurden die Katzen der Gruppe 1 (mit Ausnahme der eine Woche alten Welpen) im Bereich von 100 - 50 dB nHL und 50 - 0 dB nHL stimuliert, um einen möglichst weiten Bereich abzudecken. Dabei ließ sich eine Beeinflussung der Amplituden durch die Kombination der Reizpegel feststellen: Bei einer quasisimultan Messung im Bereich von 100 - 50 dB nHL waren die Amplituden von Potential IV und V bei 50 dB deutlich niedriger als bei einer 6-fach-Messung mit 50 dB als höchstem Pegel (Abb. 10). Abb. 10: Diese Abbildung zeigt (von oben nach unten) zwei 6-fach quasisimultane Ableitungen. Deutlich zu erkennen ist die unterschiedliche Ausprägung der beiden FAEP-Meßkurven bei 50 dB nHL. 44 4. Ergebnisse 4.2 Erstes Auftreten von frühen akustisch evozierten Potentialen Bei vier Welpen aus den zwei Würfen wurden am 7. Lebenstag erstmals Untersuchungen durchgeführt. Diese Messungen erfolgten bei 100 dB nHL und waren ohne vorherige Sedierung möglich. Nur bei einem Welpen aus dieser Gruppe konnten am 7. Tag post partum Potentiale nachgewiesen werden. Diese Potentiale hatten eine niedrige Amplitude und waren nicht eindeutig zuzuordnen. Am 8. Lebenstag wurden Messungen an sechs Welpen vorgenommen. Dabei wurden bei vier dieser Welpen Potentiale nachgewiesen, für zwei weitere Welpen konnte das Auftreten von FAEP erstmals am 9. Lebenstag registriert werden. Die in diesem Zeitraum ermittelten Meßkurven wurden nicht in die statistische Auswertung aufgenommen, da die einzelnen Potentiale nicht signifikant unterschiedlich waren. Nur in Einzelfällen waren bis zu diesem Zeitpunkt die Messungen von FAEP bei unterschiedlichen Schalldruckpegeln möglich: So konnte für den Welpen, der am 7. Lebenstag erstmals FAEP zeigte, am 8. Tag post partum eine Hörschwelle von 60 dB nHL (rechtes Ohr) bzw. 70 dB nHL (linkes Ohr) nachgewiesen werden. Am 11. Tag post partum konnten bei sieben Katzenwelpen 6-fach quasisimultane Messungen im Bereich von 100 - 50 dB nHL unter leichter Sedierung durchgeführt werden. Die FAEP wiesen alle identifizierbare Potentiale auf, die entsprechend der Literatur mit P I bis V bezeichnet wurden (siehe Abb.7). Potential I bis IV waren eindeutig als frühe akustisch evozierte Potentiale zu erkennen und signifikant unterschiedlich. Ab dem 16. Lebenstag waren alle Potentiale signifikant abgrenzbar (Abb. 13). 4. Ergebnisse 45 4.3 Vergleich der frühen akustisch evozierten Potentiale von Katzenwelpen und adulten Katzen Es lassen sich grundsätzliche Unterschiede zwischen den akustisch evozierten Potentialen junger Katzenwelpen und den Potentialen adulter Katzen feststellen. Diese Unterschiede werden in Abb. 11. beispielhaft dargestellt, die FAEP in dieser Abbildung stammen von einer weiblichen Katze am 15. Lebenstag (a) und vom selben Tier im Alter von 150 Tagen (b). Die Hörschwelle betrug beim Welpen 50 dB nHL. Bei der Messung am 150. Tag post partum lag die Hörschwelle bei dem gleichen Tier um 50 dB niedriger bei 0 dB nHL. Die Latenzen der Potentiale waren bei der 150 Tage alten Katze deutlich kürzer als mit 15 Lebenstagen. Die Potentiale I - V traten bei dem älteren Tier in den ersten 5 ms und bei dem Katzenwelpen in den ersten 10 ms auf. So hatte z.B. Potential IV beim Katzenwelpen eine Latenz von 6 ms. Bei dem älteren Tier betrug die Zeit zwischen Reizbeginn und Maximum des Potential IV 4,5 ms. Die Interpeaklatenzen (IPL) waren bei der 15 Tage alten Katze deutlich größer als bei der Katze im Alter von 150 Tagen. Die IPL III - IV betrug beim Welpen 2 ms, beim älteren Tier dagegen 1 ms. Die Amplitude eines Potentiales war beim Welpen bei gleicher Skalierung deutlich geringer als bei der 150 Tage alten Katze. In beiden Altersstufen war die Amplituden-Intensitäts-Funktion, d. h. ein Anstieg der Amplitude mit zunehmendem Reizpegel, festzustellen. 46 4. Ergebnisse Abb. 11 a: Frühe akustisch evozierte Potentiale eines 15 Tage alten Katzenwelpen (Click-Stimulation bei 100 bis 50 dB nHL über Lautsprecher). 4. Ergebnisse 47 Abb. 11 b: Frühe akustisch evozierte Potentiale einer weiblichen Katze am 150. Lebenstag (Click-Stimulation bei 100 bis 0 dB nHL über Lautsprecher). 48 4. Ergebnisse 4.4 Entwicklung der frühen akustisch evozierten Potentiale Die unter 4.3. genannten Unterschiede zwischen den FAEP junger Katzenwelpen und älteren Katzen waren charakteristisch für die Entwicklung der FAEP bei der Katze. In den folgenden Kapiteln wird die Entwicklung der Hörschwelle, Latenzen, Interpeaklatenzen und Amplituden vom 1. bis zum 365. Lebenstag im einzelnen dargestellt. 4.4.1 Entwicklung der Hörschwelle Die Hörschwelle bei den Katzenwelpen lag am 11. Tag post partum bei 46 ± 7 dB nHL. Am 26. Lebenstag war die Hörschwelle mit 25 ± 7 dB nHL bereits um 46% niedriger. In den nächsten dreißig Tagen war eine weitere Abnahme der Hörschwelle um nochmals 40% auf 15 dB nHL festzustellen. In den ersten zwei Monaten zeigte sich insgesamt eine deutliche Erniedrigung der Hörschwelle um 31 dB. Dies entspricht einer Senkung um 68%, bezogen auf den Ausgangswert von 46 dB nHL am 11. Lebenstag. Die Hörschwelle der untersuchten Katzen erreichte am 110. Lebenstag mit 6 dB nHL ihren tiefsten Wert. Im verbliebenen Untersuchungszeitraum waren nur geringfügige Änderungen der Hörschwelle festzustellen. Bei der Messung am 365. Lebenstag war bei den untersuchten Katzen eine durchschnittliche Hörschwelle von 11 ± 5 dB nHL registrierbar. Damit sank die Hörschwelle der Katzen im Verlauf des Jahres insgesamt um 35 dB und erreichte damit eine Erniedrigung der Hörschwelle um 76% des Ausgangswertes. Beim direkten Vergleich zwischen den einzelnen Meßzeitpunkten unterliegt die Entwicklung der Hörschwelle der Katze einem logarithmischen Verlauf, mit einer deutlichen Hörschwellenabsenkung in den ersten 60 Lebenstagen (Abb. 12). Es bestand eine hoch signifikante Korrelation (p=0,000) zwischen Hörschwelle und den Lebenstagen. Zwischen der Hörschwelle des rechten und des linken Ohres war mittels T-Test kein signifikanter Unterschied festzustellen. 4. Ergebnisse 49 Hörschwelle [dB nHL] 60 y = 9,206 + 409,29/x 50 2 R = 0,8758 40 30 20 10 0 0 30 60 90 120 150 180 210 240 270 300 330 360 390 Alter [Lebenstage] Abb. 12: Entwicklung der Hörschwelle in Abhängigkeit vom Lebensalter (MW ± Staw. mit Regressionskurve). 4.4.2 Entwicklung der Latenzen 4.4.2.1 Latenzen in Abhängigkeit vom Lebensalter Die Latenzen der Katze zeigten eine deutliche Abhängigkeit vom Lebensalter: Die ersten 60 Tage waren gekennzeichnet durch eine starke Abnahme der Latenzen für Potential I bis V. Die Veränderungen ab dem 90. Tag post partum bis zum Alter von einem Jahr bewegten sich in einem Bereich von 1-2 % und waren für alle Potentiale nicht signifikant. Die Abb. 13 zeigt die Latenzen von Potential I - V am 16., 60. und 365. Lebenstag bei 70 dB nHL. Die Entwicklung der FAEP über den gesamten Meßzeitraum ist in Abb. 15 dargestellt. 50 4. Ergebnisse Die Latenz von Potential I verkürzt sich bei einem Stimulus von 70 dB nHL zwischen dem 16. und dem 32. Lebenstag um 32% (Tab. 9). Am 60. Tag post partum ist die Latenz von Potential I bereits auf 50% des ursprünglichen Wertes verkürzt. In den nachfolgenden Zeitintervallen finden keine signifikanten Änderungen mehr statt. Nach einem Jahr beträgt die Latenz immer noch 48% der anfänglich gemessenen Zeit. Dies entspricht einer absoluten Verkürzung um 1,32 ms von 2,58 ms am 16. Lebenstag auf 1,26 ms am 365. Lebenstag. Bei Potential II ist dieser Verlauf etwas moderater ausgeprägt: In den ersten drei Wochen post partum findet eine Verkürzung um 27% des Ausgangswertes statt. Am 60. Lebenstag ist auch hier mit noch 62% die deutliche Reduzierung der Latenz abgeschlossen. Für den restlichen Meßzeitraum ist noch eine geringfügige Verkürzung der Latenzen auf insgesamt 58% des Anfangswertes festzustellen. Potential III verläuft fast parallel zu Potential II: Hier liegen die Latenzen am 32. Lebenstag bei 77%, am 60.Tag post partum bei 66% und nach einem Jahr bei 62% des Ausgangswertes am 16. Lebenstag. Die Latenzverkürzung von Potential IV fiel nicht so gravierend aus wie bei Potential I: Am 32. Lebenstag war die Latenz noch bei 74% des Ausgangswertes und am 60. Lebenstag betrug die Latenz von Potential IV 62% der ursprünglichen Zeit. Bis zum 365. Lebenstag verkürzte sich die Latenz bis auf 58% der Latenz am 16. Tag post partum. Die absolute Verkürzung der Latenz von 6,11 ms am 16. Lebenstag auf 3,60 ms im Alter von einem Jahr war deutlich höher als bei Potential I bis Potential III. Diese drastische Veränderung in der Latenz wurde nur noch übertroffen von Potential V, das am 365. Lebenstag 4,58 ms früher auftrat als am 16. Lebenstag. Dies entsprach einer Verkürzung um 50% des Ausgangswertes. 4. Ergebnisse 51 Latenz [ms] 10,0 9,0 8,0 16. LT 60. LT 365. LT 7,0 9,27 6,0 5,0 6,11 4,0 4,85 4,37 3,0 3,82 3,5 2,0 1,0 2,93 2,59 2,20 1,30 4,68 3,60 2,76 2,05 1,26 0,0 PI P II P III P IV PV Abb. 13: Mittelwerte und Standardabweichungen von Potential I bis V am 16., 60. und 365. Tag post partum bei 70 dB nHL. Tab. 9: Entwicklung der Latenzen vom 11. bis zum 365. Lebenstag bei 70 dB nHL. P 16. LT I 2,58 ms 1,75 ms 68% 50% 48% 3,50 ms 2,56 ms 2,20 ms 2,05 ms 73% 62% 58% 4,36 ms 3,38 ms 2,93 ms 2,76 ms 77% 66% 62% 6,11 ms 4,49 ms 3,82 ms 3,60 ms 74% 62% 58% 9,26 ms 6,51 ms 4,85 ms 4,68 ms 52% 50% 100% IV 100% V 365. LT 1,26 ms 100% III 60. LT 1,37 ms 100% II 32. LT 100% 70% Differenz vom 16. bis 365. LT 1,32 ms 1,45 ms 1,60 ms 2,51 ms 4,58 ms 52 4. Ergebnisse 4.4.2.2 Latenzen in Abhängigkeit von der Stimulusintensität Es zeigte sich ab dem 16. Lebenstag eine signifikante Abhängigkeit der Latenzen vom Schalldruckpegel. Eine Korrelation zwischen den Latenzen und dem Schalldruckpegel ist gut nachweisbar. Eine Erhöhung der Lautstärke führte bei allen Potentialen zur Verkürzung der Latenzen (Tab. 10). Für Potential I ergab sich am 16. LT eine Verkürzung von 2,81 ms bei 50 dB nHL auf 1,74 ms bei 100 dB nHL. Potential II trat am 16. Lebenstag bei 50 dB nHL bei 3,63 ms auf, und die Latenz verkürzte sich auf 2,79 ms bei 100 dB nHL. Die Latenz von Potential III verschob sich von 4,90 ms bei 50 dB nHL auf 3,77 ms bei 100 dB nHL. Auch Potential IV zeigte eine deutliche Abhängigkeit vom Schalldruckpegel: Nach einer Stimulation mit 50 dB nHL noch bei 6,37 ms, betrug die Latenz bei 100 dB nHL 5,38 ms. Am 16 Tag post partum war Potential V erst ab 60 dB nHL nachweisbar und hatte dort eine Latenz von 9,35 ms. Bei 100 dB nHL war auch hier eine deutliche Verkürzung auf 8,12 ms festzustellen. Es bestand ein signifikanter Unterschied zwischen den Latenzwerten bei 100 dB nHL und bei 50 dB nHL (p=0,001 für Potential I -IV) bzw. zwischen 100 dB nHL und 60 dB nHL (p=0,038) für das fünfte Potential. Tab.10: Latenzen am 16. Lebenstag in Abhängigkeit vom Schalldruckpegel. Die letzte Spalte zeigt die Verkürzung (in ms) beim Anstieg des Schalldruckpegels von 50 dB (P I-IV) bzw. 60 dB (P V) auf 100 dB nHL. P I II III IV V 50 dB nHL 60 dB nHL 70 dB nHL 80 dB nHL 90 dB nHL 100 dB nHL 2,81ms 100% 3,63 ms 100% 4,90 ms 100% 6,37 ms 100% - 2,76 ms 98% 3,64 ms 100% 4,59 ms 94% 6,3 ms 99% 9,35 ms 100% 2,59 ms 92% 3,5 ms 96% 4,37 ms 89% 6,11 ms 96% 9,27 ms 99% 2,33 ms 83% 3,23 ms 88% 4,11 ms 84% 5,82 ms 91% 9,15 ms 98% 1,82 ms 65% 2,95 ms 81% 3,92 ms 80% 5,57 ms 88% 8,40 ms 90% 1,74 ms 62% 2,79 ms 77% 3,77 ms 77% 5,38 ms 85% 8,12 ms 87% Differenz von 50 - 100 dB nHL 1,07 ms 0,84 ms 1,13 ms 0,99 ms 1,23 ms 4. Ergebnisse 53 Die Latenz-Intensitäts-Funktion unterliegt ebenfalls einer Entwicklung: Während am 16. Lebenstag die Latenzdifferenzen zwischen 50 und 100 dB nHL für Potential I-V im Durchschnitt 1 ms betragen (Tab. 8), ist am 365. Lebenstag zwischen 50 und 100 dB nHL für die Potentiale I-V nur eine durchschnittliche Reduzierung der Latenz um 0,42 ms festzustellen (Abb. 14). 6,5 6,0 5,5 Latenz [ms] 5,0 4,5 4,0 3,5 50 60 3,0 16 32 80 60 Alter [Lebenstage] 90 90 180 70 Stimulus [dB nHL] 365100 Abb. 14: Die Entwicklung der Latenzen exemplarisch für Potential IV in Abhängigkeit vom Lebensalter (schwarzer Pfeil) und in Abhängigkeit von der Stimulusintensität (weißer Pfeil). Bei adulten Katzen sind die Latenzen der Potentiale kürzer und eine Abhängigkeit von der Schallintensität weniger ausgeprägt als bei Katzenwelpen. 54 4. Ergebnisse 4.4.2.3 Latenzen in Abhängigkeit von der Hörschwelle Betrachtet man die Latenzen in Abhängigkeit des jeweiligen Schalldruckpegels unter Berücksichtigung der Hörschwelle, dann ist die Latenzverkürzung über den gesamten Hörbereich annähernd gleich. Für Potential IV ist diese am 16. Lebenstag von 50-100 dB mit 0,99 ± 0,04 ms fast genauso groß wie am 365. Lebenstag mit 1,01 ± 0,11 ms von 10-100 dB nHL (Abb. 15). Latenz [ms] 7,0 LT 16 6,5 LT 365 6,0 5,5 diff (50 -100) = 0,99 5,0 5 diff (10 - 50) = 0,50 4,5 diff (50 - 100) = 0,51 4,0 3,5 diff (10 - 100) = 1,01 3,0 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 dB nHL (Potential IV) Abb. 15: Latenz-Intensitäts-Funktion von Potential IV am 16. und 365. Lebenstag unter Berücksichtigung der unterschiedlichen Hörschwelle (MW ± Staw.). Die Entwicklung der Latenzen in Abhängigkeit vom Lebensalter weist eine deutliche Latenzverkürzung in den ersten 60 Lebenstagen auf (Abb. 16). Damit gleichen die Latenzen der Potentiale in ihrem Verlauf der Entwicklung der Hörschwelle (siehe Abb. 12). In Abb. 17 sind die Latenzen der Potentiale I - V an den einzelnen Meßpunkten, bezogen auf den Schalldruckpegel oberhalb der Hörschwelle der Katzen ("feline Hörschwelle", fHL) angegeben. Die absoluten Latenzen wurden kleiner, die charakteristische Latenzverkürzung in den ersten 60 Tagen für die Potentiale I bis V blieb jedoch erhalten. 4. Ergebnisse 55 Latenz [ms] 10,0 9,0 Mittelwert - P I Mittelwert - P II 8,0 Mittelwert - P III 7,0 Mittelwert - P IV Mittelwert - P V 6,0 5,0 4,0 3,0 2,0 1,0 0,0 0 30 60 90 120 150 180 210 240 Alter [Lebenstage] 270 300 330 360 390 Abb. 16: Latenzverlauf von Potential I bis V bei 60 dB nHL in Abhängigkeit vom Lebensalter (MW ± Staw.). Latenz [ms] 9,0 Mittelwert - P I 8,0 Mittelwert - P II Mittelwert - P III 7,0 Mittelwert - P IV Mittelwert - P V 6,0 5,0 4,0 3,0 2,0 1,0 0,0 0 30 60 90 120 150 180 210 240 270 300 330 360 Alter [Lebenstage] Abb. 17: Latenzentwicklung von Potential I bis V vom 16 - 365. Lebenstag 60 dB oberhalb der Hörschwelle der Katzen (60 dB fHL) (MW ± Staw.). 390 56 4. Ergebnisse 4.4.3 Entwicklung der Interpeaklatenzen Die absolute Latenzverkürzung über den gesamten Meßzeitraum war für die frühen (peripheren) Potentiale geringer als für die späteren (zentraleren) Potentiale. Dieses wirkte sich auf die Interpeaklatenzen (IPL) aus: Die IPL 1-2 zeigte bei 70 dB nHL eine Differenz von 0,15 ms zwischen dem 16. und 365. Lebenstag. Die IPL 1-3 nahm in dem ersten Lebensjahr um 0,31 ms ab. Bei der IPL 1-4 trat eine deutliche Verkürzung bis zum 46. Lebenstag um 35% auf. Der Verlauf im verbleibenden Meßzeitraum zeigte stagnierende Werte. Es blieb bei einer Verkürzung der IPL 1-4 um insgesamt 1,29 ms. Die stärkste Veränderung trat bei der IPL 1-5 auf (Abb. 18): Hier erfolgte in den ersten zwei Monaten eine deutliche Verkürzung auf 54% des Ausgangswertes am 16. Lebenstag. Eine weitere geringfügige Verringerung der IPL 1-5 bis zum 75. Tag (50%) schloß sich an. Damit ergab sich für die IPL 1-5, die sog. Hirnstammlaufzeit, insgesamt eine Verringerung um 3,14 ms (Tab. 11). Die Entwicklung der Interpeaklatenzen wurde nicht von der Hörschwelle beeinflußt, der Kurvenverlauf war bei 70 dB oberhalb der Hörschwelle nahezu identisch wie bei 70 dB nHL. IPL [ms] 8,0 Mittelwert - 1-2 Mittelwert - 1-3 Mittelwert - 1-4 Mittelwert - 1-5 7,0 6,0 5,0 4,0 3,0 2,0 1,0 0,0 0 30 60 90 120 150 180 210 240 270 300 330 360 390 Alter [Lebenstage] Abb.18: Latenzentwicklung für IPL 1-2, 1-3, 1-4 und 1-5 vom 16. bis 365. Lebenstag bei 70 dB nHL (MW ± Staw.). 4. Ergebnisse 57 Tab. 11: Entwicklung der wichtigsten Interpeaklatenzen vom 16. bis zum 365. Lebenstag bei 70 dB nHL. IPL 16. LT 1-2 0,94 ms 0,81 ms 87% 94% 84% 1,81 ms 1,63 ms 1,63 ms 1,47 ms 90% 90% 81% 3,63 ms 2,74 ms 2,52 ms 2,35 ms 76% 70% 65% 6,57 ms 4,57 ms 3,55 ms 3,42 ms 70% 54% 52% 0,94 ms 0,81 ms 0,89 ms 0,79 ms 87% 94% 84% 0,87 ms 0,82 ms 0,73 ms 0,68 ms 95% 85% 79% 1,75 ms 1,11 ms 0,90 ms 0,88 ms 64% 51% 50% 2,89 ms 1,88 ms 1,04 ms 1,07 ms 65% 36% 3,7% 2,61 ms 1,93 ms 1,63 ms 1,56 ms 62% 60% 100% 1-5 100% 1-2 100% 2-3 100% 3-4 100% 4-5 100% 2-4 365. LT 0,79 ms 100% 1-4 60. LT 0,89 ms 100% 1-3 32. LT 100% 74% Differenz vom 16. bis 365. LT 0,15 ms 0,31 ms 1,29 ms 3,14 ms 0,15 ms 0,19 ms 0,87 ms 1,82 ms 1,05 ms 58 4. Ergebnisse Eine Abhängigkeit der IPL vom Schalldruckpegel war bei den untersuchten Katzen nicht ausgeprägt. Nur für einzelne Potentials zeigten sich an einigen wenigen Meßzeitpunkten geringfügige Verkürzungen der IPL, diese lagen im Bereich von ±0,2 ms (Abb. 19). 2,6 2,4 2,2 IPL 2,0 [ms] 1,8 1,6 1,4 1,2 50 60 1,0 16 LT 32 60 80 90 Alter [Lebenstage] 90 180 70 Stimulus [dB nHL] 365100 Abb. 19: Die Entwicklung der Interpeaklatenzen exemplarisch für IPL 2-4 in Abhängigkeit vom Lebensalter (schwarzer Pfeil). Eine Abhängigkeit von der Stimulusintensität (rechte Seite) läßt sich nicht feststellen. Betrachtet man die Interpeaklatenzen der direkt benachbarten Potentiale, so zeigte sich auch hier eine deutlichere Latenzverkürzung bei den Potentialen mit eher zentral gelegenem Ursprung. Während die Verkürzung der IPL 1-2 nur 0,15 ms und der IPL 2-3 nur 0,19 ms betrug, war die Verminderung der IPL 3-4 mit 0,87 ms deutlich größer. Am größten war die Veränderung der IPL 4-5 in der Entwicklung der FAEP der Katze. Hier zeigte sich vom 16. bis 365. Lebenstag eine Verkürzung um 1,82 ms (Abb. 20). Wie bei den Latenzen der einzelnen Potentiale war auch hier die Entwicklung der IPL am 60. Lebenstag annähernd abgeschlossen. Die Veränderungen im anschließenden Untersuchungszeitraum waren nicht signifikant. 4. Ergebnisse 59 IPL [ms] 3,0 2,5 2,0 LT 16 LT 32 LT 60 LT 90 LT 365 1,5 1,0 0,5 0,93 0,93 0,87 1,71 0,95 0,76 0,76 0,79 0,68 1,15 0,92 0,95 0,94 2,50 0,66 0,68 1,67 1,00 0,91 0,97 0,0 IPL 1-2 IPL 2-3 IPL 3-4 IPL 4-5 Alter [Lebenstage] Abb. 20: Entwicklung der direkt benachbart liegenden IPL 1-2, 2-3, 3-4 und 4-5 exemplarisch am 16., 32., 60., 90., 180. und 365. Lebenstag bei 60 dB nHL. 4.4.4 Entwicklung der Amplitude Die Amplitude wurde bei der Auswertung bestimmt als Differenz zwischen dem Minimum und dem Maximum eines Potentials. Die Amplituden der einzelnen Potentiale waren über den Meßzeitraum gesehen weniger stabil als die Latenzen oder Interpeaklatenzen. Bei der Auswertung der Amplituden wurde deshalb primär die Amplitude von Potential IV untersucht, da es sich hierbei um das prominenteste und eindeutigste Potential der felinen FAEP handelte (s. Abb. 7+8). Die Amplitude von Potential IV zeigt einen Anstieg mit zunehmendem Reizpegel (Amplituden-Intensitäts-Funktion, Abb. 21). In den ersten 60. Lebenstagen ließ sich außerdem ein deutlicher Anstieg der Amplitude von Potential IV feststellen. Diese Zunahme war bei allen untersuchten dB-Stufen festzustellen. Nach dem 60. Lebenstag kam es in dem verbleibenden Meßzeitraum ausgehend vom höchsten eingesetzten Schalldruckpegel (100 dB nHL) zu einer Verkürzung der Amplitude von Potential IV. Die Kombination der Reizpegel beeinflußte ebenfalls die Amplitude (siehe Abb. 11). 60 4. Ergebnisse Amplitude [µV] 9,0 8,0 11. LT y11 = 0,3198x + 2,6147 R211 = 0,9356 7,0 32. LT y32 = 1,0722x - 0,6073 2 R 32 = 0,9253 6,0 60. LT y60 = 1,0776x + 0,3489 2 R 60 = 0,9881 6,7 6,3 6,1 5,0 4,0 3,4 3,0 2,0 1,6 0,9 2,7 2,3 2,5 1,0 0,0 5,0 4,6 2,2 1,9 1,6 1,7 1,1 1,7 0,5 50 dB nHL 60 dB nHL 70 dB nHL 80 dB nHL 90 dB nHL 100 dB nHL Abb. 21: Entwicklung der Amplitude von Potential IV bei 50 - 100 dB nHL. 4.5 Erkennen von Taubheit Die ERA wurde zur Überprüfung von experimentell ertaubten Katzen eingesetzt (Gruppe 2). Es handelte sich hierbei Katzenwelpen der experimentellen HNO der Medizinischen Hochschule Hannover, die für weiterführende Untersuchungen eingesetzt werden sollten. Die Ertaubung erfolgte durch mehrfache Verabreichung von Neomycin, einem ototoxischen Antibiotikum. In Abb. 22 a+b sind exemplarisch zwei Meßkurven von experimentell durch Neomycin ertaubten Katzen dargestellt. Die durch Neomycin bedingte selektive Zerstörung der Haarzellen spiegelt sich in der Ausprägung der FAEP wieder. Bei Abb. 22a handelt es sich um ein Tier mit einem deutlichen Hörverlust (Schwerhörigkeit). Trotz hoher Verstärkung läßt sich hier nur eine (untypische) Kurve mit niedriger Amplitude erkennen, die einzelnen Potentiale sind bei diesen Tieren deutlich kleiner als bei Katzen mit normalem Hörvermögen. Die Hörschwelle liegt bei solchen Tieren höher und es kommt zu einer Verlängerung der Latenzen. Abb. 22b zeigt die FAEP eines vollständig ertaubten Tieres. Hier sind bei gleicher Verstärkung und noch höherem Schalldruckpegel keine akustisch evozierten Potentiale mehr nachweisbar. 4. Ergebnisse 61 In der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover wurden 1996 16 Katzen zur audiometrischen Untersuchung vorgestellt und auf ihr Hörvermögen untersucht (Gruppe 3). Es handelte sich bei neun der Patienten um weiße Katzen, die im Rahmen einer Zuchttauglichkeitsuntersuchung auf das Vorliegen einer (angeborenen) Taubheit untersucht wurden. Weiterhin wurden vier Katzen mit Otitis und zwei vorberichtlich schwerhörige Tiere sowie eine Katze mit Schädel-Hirn-Trauma audiometrisch untersucht. Die auftretenden Veränderungen in den FAEP von Katzen mit Hörstörungen waren vergleichbar mit den experimentell ertaubten Tieren (Abb. 23 a-c): Beim Vorliegen einer Hörstörung kam es zur Verringerung der Amplitude und zu einer Verlängerung der Latenzen bis hin zu einem vollständigen Fehlen von FAEP bei Taubheit. Abbildung 23 a zeigt die FAEP einer 6 Monate alten, normalhörenden Katze, die in der Klinik für Kleine Haustiere gemessen wurden. Die Stimulation erfolgte mit 70 dB nHL über Kopfhörer. In Abbildung 23 b sind die FAEP einer einjährigen Foreign White mit siam-blauen Augen und gestörtem Hörvermögen dargestellt. Es ist ein deutlicher Unterschied zwischen den FAEP der beiden Seiten festzustellen. Die Amplitude der FAEP ist auf der rechten Seite im Vergleich zu dem normalhörenden Tier deutlich erniedrigt. Auf der linken Seite sind keine FAEP zu erkennen, die Hörschwelle liegt über 70 dB nHL. Die FAEP in Abb. 23 c stammen von einer 1 1/2jährigen Hauskatze, die bereits vom Besitzer als taub eingestuft wurde. Es waren weder auf der rechten, noch auf der linken Seite FAEP ableitbar. Dieses Tier hatte keine weiße Fellfarbe, es handelt sich um eine erworbene Taubheit unklarer Genese. Die Veränderungen in den FAEP der Katzen bezüglich Hörschwelle, Latenzen und Amplituden gegenüber den normalhörenden Katzen sind sichere Hinweise auf das Vorliegen einer Hörstörung. Diese Untersuchungen zeigen, daß taube oder schwerhörige Katzen durch die Messung von FAEP und die auftretenden Veränderungen gut detektiert werden können. 62 4. Ergebnisse Abb. 22 a: Frühe akustisch evozierte Potentiale einer experimentell ertaubten Katze (Gruppe 2) mit deutlichem Hörverlust (Click-Stimulation bei 70 dB nHL über Lautsprecher). Die FAEP haben eine niedrige Amplitude (vgl. Abb. 11) und eine untypische Kurvenform. 4. Ergebnisse 63 Abb. 22 b: Frühe akustisch evozierte Potentiale einer experimentell ertaubten Katze (Gruppe 2) mit vollständigem Hörverlust (Click-Stimulation bei 100 dB nHL über Lautsprecher). Bei einem Schalldruckpegel von 100 nHL sind trotz hoher Verstärkung keine FAEP zu erkennen. 64 Abb. 23 a: Frühe akustisch evozierte Potentiale einer normalhörenden Katze (Gruppe 3) nach ClickStimulation mit 70 dB nHL über Kopfhörer. Es handelt sich bei dieser Katze um eine halbjährige Main Coon mit grün/orangen Augen. Abb. 23 b: Frühe akustisch evozierte Potentiale einer Katze mit einer linksseitigen schweren Hörstörung (Gruppe 3) nach ClickStimulation mit 70 dB nHL über Tips. Bei dieser Katze handelt es sich um eine einjährige reinweiße Siamkatze (Foreign White) mit blauen Augen. Abb. 23 c: Frühe akustisch evozierte Potentiale einer Katze mit beidseitiger Taubheit nach Click-Stimulation mit 70 dB nHL über Kopfhörer.Auch die Stimulation mit 100 dB nHL ergab keine ableitbaren Potentiale. Die Ursache der Taubheit ist bei dieser eineinhalbjährigen EKH nicht bekannt. 4. Ergebnisse 4. Ergebnisse 65 4.6 Zusammenfassung der Ergebnisse 1.) Hörschwelle Über den Zeitraum von einem Jahr post partum war bei den untersuchten Katzen eine Verbesserung der Hörschwelle um 35 dB festzustellen. Bereits in den ersten 60 Lebenstagen senkte sich die Hörschwelle um 68%, die Entwicklung der Hörschwelle folgte insgesamt der Verlauf einer Hyperbel. 2.) Latenzen Die Latenzen der Potentiale sind abhängig vom Lebenstag: Für alle fünf Potentiale der FAEP der Katze war in den ersten 60 Tagen nach der Geburt eine deutliche Verkürzung der Latenzen festzustellen. Diese Latenzverkürzung war für die den zentralen Anteilen der Hörbahn zugeordneten Potentials größer als für die der peripheren Anteile (siehe Tab. 8). Ab dem dritten Lebensmonat bis zum 365. Lebenstag traten keine signifikanten Veränderungen der Latenzen auf (Abb. 24). Dieser charakteristische Verlauf der Latenzen war auch unter Berücksichtigung der Hörschwelle und dem Einfluß des Schalldruckpegels nachweisbar. 3.) Latenz-Intensitäts-Funktion Die Latenzen der FAEP der Katze sind abhängig vom eingesetzten Schalldruckpegel, eine Zunahme des Schalldruckpegels führt zur Verkürzung der Latenzen. Diese Latenz-Intensitäts-Funktion zeigte ebenfalls eine Abhängigkeit vom Lebensalter. Über einen festen dB-Bereich betrachtet ist die Latenz-IntensitätsFunktion beim jungen Tiere deutlicher ausgeprägt als bei der erwachsenen Katze. 4.) Interpeaklatenzen Die Interpeaklatenzen waren ebenfalls durch eine deutliche Verkürzung in den ersten 60. Lebenstagen gekennzeichnet. Diese Entwicklung war bei den zentraleren Anteilen deutlicher ausgeprägt und für alle IPL spätestens mit dem 60. Tag post partum abgeschlossen. Eine Abhängigkeit vom Schalldruckpegel war nicht festzustellen. Die Entwicklung der Interpeaklatenzen wurde nicht vom Verlauf der Hörschwelle beeinflußt. 66 4. Ergebnisse 5.) Amplitude Die Entwicklung der Amplitude ist gekennzeichnet durch einen deutlichen Anstieg in den ersten 60 Lebenstagen. Die Amplitude zeigt eine signifikante Abhängigkeit von der verwendeten Schallintensität. Im Laufe der Ausreifung der Hörbahn kommt es zu einem Anstieg der absoluten Amplituden und zu einem steileren Anstiegsflanken. 6. ) Diagnose von Taubheit und Schwerhörigkeit Die Messung der FAEP ermöglicht eine objektive Diagnose von Hörstörungen. Taubheit oder Schwerhörigkeit führen zu charakteristischen Veränderungen bezüglich Hörschwelle, Latenzen und Amplituden und ermöglichen so eine einfache Diagnose eines gestörten Hörvermögens. (Für die Ermittlung der Ursache sind weitere Untersuchungen und genaue anamnestische Vorkenntnisse notwendig.) 5. Diskussion 67 5 DISKUSSION 5.1 Material und Methode 5.1.1 Tiere Bei den untersuchten Tieren der Katzenzucht der Medizinischen Hochschule handelte es sich um eine gesunde Katzenpopulation, die optimal ernährt wird. Dies ist wichtig, da sowohl Mangelernährung wie auch Infektionen des Nervensystems die akustisch evozierten Potentiale beeinflussen können. Vitamin B-6-Mangel hat einen Einfluß auf die Myelinisierung der Nerven und damit auf die FAEP der Katze. BUCKMASTER et al. (1993) stellten bei Tieren mit 90-tägiger Vitamin B-6-MangelDiät signifikante Veränderungen in den Interpeaklatenzen der späteren Potentiale fest. PHILLIPS et al. (1994) wiesen bei Katzen mit einer FIV-Infektion signifikante Latenzverlängerungen für die Potentiale PI, P III und P IV nach. 5.1.2 Versuchsvorbereitung Generell ist die Messung der FAEP auch bei der Katze ohne Narkose möglich (WALSH et al. 1992). Es besteht jedoch die Gefahr des Auftretens von Artefakten z.B. durch spontane Muskelbewegungen. Eine Sedation vermindert diese Artefakte, die Medikamente selbst können aber ebenfalls Einfluß auf die FAEP haben (FULLERTON et al. 1987). In Rahmen der experimentellen Untersuchungen wurde zur Vermeidung von Bewegungsartefakten bei den Versuchstieren ausschließlich eine leichte Sedierung mit Rompun© in einer Dosierung von 1 mg/kg KGW durchgeführt, um einen Einfluß der Narkose zu vermeiden. Nur in Ausnahmefällen ließ die Kooperation der Tiere eine Messung ohne Narkose zu. Die Körpertemperatur der Katzen wurde während der insgesamt nur 10 -15 Minuten dauernden Untersuchung durch die verwendete Wärmequelle annähernd konstant gehalten, um durch einen Abfall der Körpertemperatur bedingte Latenzverkürzungen (BODENHAMMER et al. 1985) zu vermeiden. Ein Einfluß der Körpertemperatur ist deshalb in diesem Fall auszuschließen. 68 5. Diskussion 5.1.3 Meßgerät und -methode Als Schallquellen finden in der klinischen Audiometrie neben dem Lautsprecher (WALSH et al. 1992) auch Kopfhörer (JEWETT u. ROMANO 1972) und Einsteckhörer, sogenannte TIPs, Anwendung (GORGA u. THORNTON 1989). Für die audiometrische Untersuchung der Katzenwelpen sind letztere wegen der engen Gehörgänge nicht geeignet. Im Alter von 7-12 Tagen haben Katzenwelpen ein durchschnittliches Körpergewicht von 250 Gramm und einen walnußgroßen Schädel, welcher den Einsatz von üblichen Kopfhörern bei Katzenwelpen verhindert. Deshalb wurde für die Stimulation der Katzenwelpen in Gruppe 1 ein Lautsprecher ausgewählt, der aus Vergleichsgründen und wegen der einfachen Anwendung auch für die adulten Tiere der Gruppe 1 und für die Tiere der Gruppe 2 verwendet wurde. Beim Einsatz des Lautsprecher handelt es sich um ein offenes System; trotz Lagerung auf dem kontralateralen Ohr sind Einflüsse von dieser Seite nicht auszuschließen. Die Katzen der Gruppe 3 wurden entweder mit Kopfhörer oder mit Tips gemessen. Durch die Verwendung des Kopfhörers werden die Meßbedingungen durch Verringerung der Resonanzen im äußeren Gehörgang und durch Vertäubung der kontralateralen Seite verbessert. Auch die Durchführung der Untersuchung in einem schallisolierten Raum erhöht die Qualität der Ableitung. Wichtig bei der Ableitung von FAEP ist die konstante Position der Ableitelektroden. Stark abweichende Ableitposition können die Ausprägung der FAEP deutlich verändern. Auch andere Autoren konnten durch Variation der Ableitposition deutliche Veränderungen der FAEP feststellen (WALSH et al. 1992; FULLERTON et al. 1987; HOLLIDAY u. TE SELLE 1985). Nach FULLERTON et al. (1987) haben die unterschiedlichen Ableitbedingungen dabei einen größeren Einfluß auf die Amplituden als auf die Latenzen. 5. Diskussion 69 Die Anzahl von 500 gemittelten Einzelaufnahmen erwies sich bei beiden eingesetzten Meßsystemen als ausreichend zum Erreichen von deutlich darstellbaren FAEP. WALSH et al. (1992) führten bei ihren Untersuchungen 512 Mittlungen durch. FULLERTON et al. (1987) mittelten 256 Einzelaufnahmen und laut SIMS (1988) reichen bereits 128 Mittelungen bei der Katze zur Darstellung der FAEP. Bei der sechsfach quasisimultanen Aufnahme von FAEP der Katze ist das Verhalten der Latenzen abhängig von der Kombination der Reizpegel (s. Abb. 10). Für vergleichende Studien sollten deshalb immer die gleichen Reizmuster verwendet oder auf eine quasisimultan Messung verzichtet werden. 5.2 Entwicklung der frühen akustisch evozierten Potentialen der Katze Zur Geburt ist das periphere auditorische System der Katze noch unausgereift. Katzenwelpen werden mit geschlossenem Ohrkanal geboren. Nach STRAIN (1991) öffnet sich der äußere Gehörgang bei der Katze am 5. Lebenstag. Nach WALSH et al. (1986a) ist die Ableitung von akustisch evozierten Potentialen mittels Fernfeldtechnik vor dem 4. Lebenstag nicht möglich. BUCHWALD und SHIPLEY (1986) erzielten am 4.-6. Lebenstag eine Ableitung von AEP. Voraussetzung dafür waren laute Clicks (73 dB HL) und eine langsame Reizrate. JEWETT und ROMANO (1972) konnten unter Verwendung von Kopfhörern erstmals am 12-14. Lebenstag nach Click-Stimulation akustisch evozierte Potentiale aufnehmen. Im Rahmen unserer Untersuchung konnten mittels Lautsprecher applizierten Click-Reizen frühestens am 7. Lebenstag FAEP bei der Katze aufgenommen werden. Dies entspricht dem Zeitpunkt der Öffnung des Gehörganges liegt zwischen den Angaben der anderen Autoren. 70 5. Diskussion Zum Zeitpunkt der Geburt sind die Gehörknöchelchen noch nicht vollständig ossifiziert (EHRET u. ROMAND 1981) und die Schwingungs- und Verdrängungsfähigkeit der Gehörknöchelchen nicht ausgereift. Das Mittelohr ist in der ersten postnatalen Woche flüssigkeitsgefüllt (WALSH et al. 1986a), diese Reste werden in den ersten Lebenstagen resorbiert und das Trommelfell freigelegt. Dem Trommelfell fehlt es zu diesem Zeitpunkt noch an Spannung und Elastizität (COLEMAN 1990), wodurch die akustischen Reize nur abgeschwächt die Kochlea erreichen. Alle diese Befunde führen zu einer schlechten Übertragung hochfrequenter akustischer Signale, das Mittelohr wirkt wie ein Tiefpaßfilter. Katzenwelpen werden mit morphologisch und funktionell unreifer Kochlea geboren. Zwar ist das Größenwachstum abgeschlossen, die Ossifikation und die Differenzierung der Zellen sind jedoch noch unvollständig (PUJOL u. MARTY 1970). Trotzdem können bereits bei der Geburt Antworten auf akustische Reize (mit hohen Hörschwellen) abgeleitet werden (ROMAND et al. 1970). Die kochleären Potentiale sind die ersten abzuleitenden evozierten Potentiale, sie sind bei der Katze bereits ab 61. Trächtigkeitstag nachweisbar (WALSH u. ROMAND 1992). Die Größe der Kochlea ist am 5. Lebenstag voll ausgereift. Die Zelldifferenzierung ist zu diesem Zeitpunkt noch unvollständig (BOSCHER u. HALLPIKE 1965), obwohl die Sinneszellen bereits vom umgebenden Epithel unterschieden werden können (WALSH et al. 1992). Die inneren Haarzellen ähneln bereits bei der Geburt des Welpen den IHC eines adulten Tieres (PUJOL et al. 1978). Die histologische Reifung des kortischen Organs findet in den ersten postnatalen Tagen statt. Die Ausreifung erfolgt longitudinal von der Mitte der basalen Windung zum apikalen und basalen Ende der Kochlea. Die inneren Haarzellen reifen schneller aus als die äußeren Haarzellen. Bereits in den ersten Lebenstagen haben die IHC an ihrem basalen Pol synaptischen Kontakt mit efferenten und afferenten Fasern. Allerdings entsprechen sie in ihrer Funktion noch nicht den ausgereiften Zellen, die in der Haarzelle liegenden postsynaptischen Vesikel sind kleiner als beim adulten Tier (PUJOL et al. 1978). 5. Diskussion 71 Die OHC sind bei der Geburt deutlich unreifer als die IHC, sie haben nur Kontakt mit einigen wenigen afferenten Fasern. Erst in der 2. Lebenswoche sind an den OHC klar erkennbare efferente synaptische Verbindungen vorhanden. Am Ende der dritten Lebenswoche sind die synaptischen Verbindungen der IHC und der OHC vollständig ausgereift (PUJOL et al. 1978) und die Verstärkerfunktion der OHC kommt zum Tragen. Die allgemeine zelluläre Ausreifung ist für den basalen Teil der Kochlea mit 12 Tagen abgeschlossen (PUJOL u. MARTY 1970). Die Ausreifung der gesamten Kochlea ist am Ende der zweiten bzw. am Anfang der dritten Lebenswoche (WALSH u. ROMAND 1992) histologisch vollständig abgeschlossen. Die strukturelle Ausreifung der gefäßführenden Stria vascularis erfolgt ebenfalls nach der Geburt, sie ist mit 25 Tagen vollständig (MAIR 1979). Die Nervenfasern des Hörnerven haben beim Welpen einen kleineren Durchmesser und sind weniger verzweigt als bei der adulten Katze. Die Aktionspotentiale des Hörnerven haben anfänglich eine geringere Amplitude, einen hohen Schwellenwert und eine lange Latenz. Der Hörnerv erreicht die volle Größe mit dem Ende des zweiten Lebensmonat. Die Zunahme des Querschnitts ist dabei bedingt durch eine erhöhte Anzahl der myelinisierten Axone und einer vermehrten Anzahl Myelinlamellen pro Axon (MOORE 1985). Diese Reifungsprozesse entlang der Hörbahn spiegeln sich elektrophysiologisch in Form von Schwellenerniedrigungen, Latenzverkürzungen, Amplitudenzunahme und einer Erweiterung des Frequenzbereiches wieder. 72 5. Diskussion 5.2.1 Typischen Aussehen der frühen akustisch evozierten Potentiale der Katze Die FAEP stellen ein Summenaktionspotential dar, daß sich aus mehreren Anteilen zusammensetzt. Hauptkomponenten sind die Aktionspotentiale der myelinisierten Nervenfasern entlang der Hörbahn, die besonders deutlich nach einer Hochpaßfilterung dargestellt werden. Zusätzlich fließen in die FAEP auch die länger andauernden, exzitatorischen oder inhibitorischen postsynaptischen Potentiale der unmyelinisierten Nervenfasern ein. Diese werden vor allem durch eine Tiefpaßfilterung hervorgehoben und von einer Barbituratnarkose stärker beeinflußt (FULLERTON et al. 1987). Je nach verwendetem Filter und Position der Ableitelektroden ist eine unterschiedliche Ausprägung der FAEP möglich. Zusätzlich bestehen geringgradige Unterschiede zwischen den einzelnen Individuen. Auch das Auftreten eines kleinen zusätzlichen Potentials ist bekannt. FULLERTON et al. (1987) beschreiben eine Aufspaltung des PI in zwei kleinere Potentiale bei Ableitung zwischen Vertex und Nacken. Bei ihren Untersuchungen ist die Spitze von P III ebenfalls breiter als PI, P II und P IV und es ist in vielen Fällen eine Aufspaltung festzustellen. Nach ROMAND und MARTY (1975) sind die direkt aus dem Nucleus cochlearis abgeleiteten Potentiale bis zum neunten bzw. zehnten Lebenstag untypisch und erreichen erst mit dem 11. Lebenstag eine dem erwachsenen Tier ähnliche Ausprägung. Dies deckt sich mit unseren Untersuchungen, wo erst ab dem 11. Lebenstag die Potentiale I-IV signifikant unterschiedlich und eindeutig zu differenzieren waren. Die in Abb. 8 dargestellte Kurve sind typische FAEP der Katze, die in Ihrer Kurvenform und Benennung mit den Ergebnissen von MELCHER et al. (1996), WALSH et al. (1992), SIMS (1989), FULLERTON et al. (1987), BUCHWALD und SHIPLEY (1986), VAN DEN HONERT und STYPULKOWSKI (1986), sowie JEWETT und ROMANO (1972) übereinstimmen. In Tab. 12 sind beispielhaft die Latenzwerte verschiedener Autoren sowie vergleichbare Werte aus eigenen Messungen dargestellt. 5. Diskussion 73 Tab. 12: Darstellung der Latenzwerte (in ms) verschiedener Autoren im Vergleich mit gemessenen Latenzen aus eigenen Untersuchungen. Autor Stimulus SIMS u. HOROHOV (1986) 90 dB ü. HS Eigene Untersuchung FULLERTON et al. (1987) Eigene Untersuchung V. D. HONERT u. P II P III P IV adult 1,00 1,76 2,46 3,26 90 dB fHL 365 1,17 1,93 2,68 3,39 4,43 40 dB SL adult 1,34 2,18 2,76 4,02 5,29 50 dB HL 365 1,64 2,36 2,97 3,91 4,83 1.-90. 1,10 1,90 2,51 3,60 2,75 3,55 4,69 90 dB SPL LT. PI PV STYPULKOWSKI (1986) Eigene Untersuchung 90 dB SPL 90 1,19 2,02 5.2.2 Entwicklung der Hörschwelle Die unreifen Gehörknöchelchen und ein wenig elastisches Trommelfell sind der Grund für die hohe Hörschwelle am Beginn der Meßperiode (EHRET u. ROMAND 1981). Die Absenkung der Hörschwelle im Lauf der Entwicklung beruht auf dem Recruitment von Nervenfasern, die bisher nicht aktiviert wurden und nicht an den akustischen Reaktionen teilgenommen haben. Außerdem kommt es zu einem anderen Antwortmuster der an der Antwort beteiligten Fasern: Der Hörnerv setzt sich aus Gruppen von Nervenfasern zusammen, die sich in ihrem elektrophysiologischen Verhalten unterscheiden und sich differenziert entwickeln: Nervenfasern mit spontaner Aktivität zeigen einen schnellen Anstieg der Hörschwelle bis zur 3. Lebenswoche. Bei Fasern ohne spontane oder evozierte Aktivitäten steigt die Hörschwelle nur langsam bis zum erwachsenen Alter (ROMAND 1984). 74 5. Diskussion Die Entwicklung der Hörschwelle ist zusätzlich abhängig von der Frequenz (ROMAND 1983). Bei neugeborenen Katzenwelpen ist das Hörvermögen durch hohe Schwellen und ein enges Frequenzspektrum eingeschränkt (PUJOL 1972). So zeigten z.B. die von EHRET und ROMAND (1981) untersuchten Katzenwelpen zu Beginn der Verhaltensstudie einen eingeschränkten Frequenzbereich, sie reagierten am ersten Lebenstag nur auf Sinustöne im Bereich von 0,5-2 kHz mit einer Hörschwelle von 112-124 dB SPL. In den nächsten vier Tagen fand eine deutliche Erweiterung des Frequenzbereiches (0,2-6 kHz) und eine Absenkung der Hörschwelle auf 75 dB SPL statt. Ab dem zehnten Lebenstag trat dann ein charakteristisches Sensitivitätsoptimum im Bereich von 4 kHz auf. Das Frequenzspektrum erreichte dann im Alter von einem Monat die Ausmaße eines erwachsenen Tieres. WALSH und MC. GEE (1987) konnten in ihren Untersuchungen ebenfalls eine Erweiterung des Frequenzbereiches im Lauf der Entwicklung feststellen, Charakteristika bezüglich die mit des ca. 2 Tunings Wochen gehen abgeschlossen auch bei ihnen war. Die von der Breitbandfilterung hin zur engen, frequenzspezifischen Filterung. Da es sich bei den im Rahmen dieser Untersuchung eingesetzten Clicks um Breitbandgeräusche mit einem festen Frequenzspektrum von 1-7 kHz handelt, ist ein Einfluß der Erweiterung des Frequenzbereiches auf die Entwicklung der Hörschwelle nicht auszuschließen. Eine weiterführende Untersuchung unter Verwendung von frequenzspezifischen Tonebursts statt breitbandigen Clicks könnte hierüber Auskunft geben. STÜRZEBECHER et al. (1993) behandelte das Problem der ungenügenden Frequenzspezifität der FAEP und entwickelte einen Pcgesteuerten BERA-Meßplatz mit Notched-Noise-Maskierungstechnik, der in der Humanmedizin bereits Anwendung findet. Nach SHELTON et al. (1993), der frequenzspezifische und click-evozierte FAEP bei Dalmatinerwelpen untersuchte, bringt die Verwendung von frequenzspezifischen FAEP jedoch keine Vorteile für die klinische Untersuchung in der Veterinärmedizin. 5. Diskussion 75 Die Hörschwelle ist außerdem abhängig von der Stimulation: In einem frühen Entwicklungsstadium führen nur sehr langsame Clickraten zu meßbaren Antworten. Deshalb führt eine konstante, hohe Clickrate (>1/sec) während der gesamten Entwicklung zu einer höheren Hörschwelle und hohe Latenzwerten in den ersten Lebenstagen (EGGERMONT 1985). EGGERMONT (1996) hat bei Untersuchungen des primären auditorischen Kortex der Katze am 10. Lebenstag eine Hörschwelle von 90 dB SPL für die charakteristischen Frequenzen nachgewiesen. Am 20. LT lag die Hörschwelle für diese Fasern nur noch bei 10 dB SPL. WALSH et al. (1986a) registrierten bei Katzenwelpen eine perinatale Hörschwelle von mehr als 120 dB SPL, die im Verlauf der ersten 2-3 Lebenswochen um fast 100 dB niedriger wurde. Die Hörschwelle fiel nach WALSH und MC GEE (1987) bei den von ihnen untersuchten Katzen zwischen dem 7. und 20. Lebenstag um durchschnittlich 10 dB pro Tag. Nach WALSH und ROMAND (1992) erreicht die Hörschwelle ab dem 20. Lebenstag die Werte eines erwachsenen Tieres. Auch bei unseren Untersuchungen fand eine deutliche Hörschwellenabsenkung in den ersten 30 Lebenstagen statt, die mit 30 dB schwächer ausfiel als bei den anderen Autoren. 5.2.3 Entwicklung der Latenzen und Interpeaklatenzen Die Ausreifung der Kochlea und des Hörnerven hat einen Einfluß auf die FAEP der Katze. Die Verkürzung der Latenzen und der Interpeaklatenzen ist bedingt durch eine zunehmende Myelinisierung der Nervenfasern und der Verknüpfung von Synapsen (MOORE 1985). Dies ist ein maßgebliches Zeichen für den Ausreifungsgrad der zentralen Hörbahn. Die Ausreifung der Kochlea erfolgt longitudinal von der Mitte der basalen Windung zum apikalen und basalen Ende. Trotz dieser primär zentripetalen Ausreifung der Kochlea reagieren die Tiere zu diesem Zeitpunkt eher auf langsame, niedrigere Frequenzen (EHRET u. ROMAND 1981). Dies ist zum einen bedingt durch die Filterfunktion des unreifen Mittelohres. Außerdem ist die Basilarmembran der Kochlea nach der Geburt noch weicher als bei der erwachsenen Katze, bedingt durch einen geringeren Anteil an Filamenten und einen höheren Anteil zellulärer Komponenten in der Kochlea des Katzenwelpen. 76 5. Diskussion Mehrere Autoren registrierten bereits eine Abhängigkeit der Latenzen und Interpeaklatenzen vom Lebenstag. So erwähnten JEWETT und ROMANO (1972) eine rapide Verkürzung der Latenzen bei den Katzen im Alter von 14-25 Tagen. Bei ihnen erreichte Potential I bereits am 27. Tag die Latenz des erwachsenen Tieres, während Potential IV erst nach dem 35. Lebenstag ausgereift war. BUCHWALD und SHIPLEY (1986) stellten einen logarithmischen Abfall der Latenzen fest, der für die 1. Welle am 35. Lebenstag beendet war. Sie bemerkten weiterhin bei ihren Untersuchung der FAEP einen Gradienten in der Entwicklung der Latenzen: Die frühen Potentiale (I-IV) der FAEP reiften schneller aus als die durch weiter zentral gelegene Anteile generierte Potentiale. Die FAEP sind bei Katzenwelpen nach Untersuchungen von BUCHWALD und SHIPLEY (1986) mit 3 bis 4 Wochen ausgereift. Auch VAN DEN HONERT und STYPULKOWSKI (1986) wiesen in ihrer Arbeit signifikante Änderungen der Latenzen nach. Die Werte der von ihnen gemessenen Latenzen der FAEP der Katze sind zusammen mit anderen Autoren in Tab. 12 dargestellt. Nach MOORE (1989) ist die Entwicklung der Latenzen mit 4 Wochen abgeschlossen, danach sind die Werte adulter Katzen erreicht. WALSH et al. (1992) beschäftigten sich ebenfalls mit der Entwicklung von akustisch evozierten Potentialen bei der Katze. Die Latenz des Potential I ist auch bei ihnen am Anfang länger und unterliegt einer rapiden Ausreifung. Sie stellten bei ihrenvom 0 - 90. Lebenstag durchgeführten Messungen in der Anfangsphase eine lineare Latenzverkürzung fest. Am 18. Lebenstag ging die Latenzveränderungen in eine zweite Phase mit exponentieller Abnahme der Latenzen über. Nach ihren Untersuchungen ist die auditorische Peripherie bei drei Wochen alten Katzenwelpen funktionell wie bei erwachsenen Tieren, die Latenzen für die frühen Potential sind mit drei Wochen im Bereich der adulten Werte. Die zentralen Anteile bleiben noch deutlich unreif. Im Vergleich zu diesen Autoren war nach den eigenen Messungen die deutliche Verkürzung der Latenzen und Interpeaklatenzen erst mit dem 60. Lebenstag der Katzenwelpen abgeschlossen, ab dem 90. Lebenstag sind keine deutlichen Abnahmen mehr festzustellen. Dieser Intervall ist größer als der Zeitraum der 5. Diskussion 77 Ausreifung der Kochlea, er entspricht der Ausreifungsphase des Hörnerven. Die zentripetale Ausreifung der Potentiale konnte durch die eigenen Untersuchungen bestätigt werden. Durch die hohe Hörschwelle in den ersten Lebenstagen kommt es zu einer deutlicheren Verkürzung der Latenzen in den ersten Lebenstagen. Die Latenzverkürzung ist trotz ähnlichem Kurvenverlauf im ersten Lebensjahr jedoch nicht ausschließlich durch den Verlauf der Hörschwelle bedingt. Der charakteristische Verlauf ist auch bei einem konstanten dB-Wert oberhalb der Hörschwelle festzustellen (s. Abb. 17). Für die Latenzen der Potentiale I-V läßt sich im Gegensatz zu den IPL eine deutliche Abhängigkeit vom Schalldruckpegel feststellen, die auch von WALSH et al. (1992) nachgewiesen wurde. Für Potential V ergab sich über den Meßbereich von 50 bis 110 dB SPL nach ihren Untersuchungen eine Latenzverkürzung um 0,6 ms. Dieses Ergebnis stimmt mit eigenen Meßergebnissen überein (s. Abb. 19). Für die IPL konnte dagegen nach eigenen Untersuchungen und nach FULLERTON et al. (1987) keine Abhängigkeit vom Schalldruckpegel festgestellt werden. Die Latenzen sind abhängig von der Frequenz des verwendeten Stimulus (MOORE 1981). Die Entwicklung der Latenzen ist für die unterschiedlichen Frequenzen nicht einheitlich, die Verwendung eines Clicks ist weniger spezifisch als der Einsatz von reinen Sinustönen. Die Position der Ableitelektroden hat nach EGGERMONT (1985) Einfluß auf die Dauer der Ausreifungsphase: Extracraniale, mittels Fernfeldtechnik gewonnene Aufnahmen zeigen eine langsamere Entwicklung und eine verlängerte Ausreifung gegenüber den intracranial, im Nahbereich gemessenen Potentialen. Dies ist bedingt durch die Ausbildung der Synchronisation der Zellen entlang der auditorischen Bahn. Die Entwicklung der Interpeaklatenzen verläuft analog zu den absoluten Latenzen. Im Gegensatz zu den einzelnen Latenzen ist bei den Interpeaklatenzen keine auffällige Abhängigkeit vom Schalldruckpegel nachzuweisen (s. Abb. 19). 78 5. Diskussion 5.2.4 Entwicklung der Amplitude In den ersten 60 Lebenstagen kommt es zu einem Anstieg der Amplitude. Die niedrigen Amplituden am Beginn der Meßperiode sind bedingt durch die fehlende Ausreifung und dadurch bedingte Filterfunktion des Mittelohres sowie die anfangs noch mangelhafte Compliance der Basilarmembran. Die synaptischen Verbindungen der OHC und der IHC sind ebenfalls noch nicht ausgereift, die Verstärkerfunktion der OHC ist noch nicht vollständig ausgeprägt. WALSH et al. (1986c) konnten analog zu eigenen Untersuchungen einen Anstieg aller Amplituden in der ersten 60 Lebenstagen nachweisen. Die Amplitude wird insgesamt beeinflußt von der Stimulusintensität, bei höheren Stimuli kommt es zu einem vermehrten Recruitment von Nervenfasern und damit zu einer höheren Amplitude. Die Abnahme der Amplitude von Potential IV nach dem 60. Lebenstag bei hohen Stimulationspegeln war bedingt durch das Konfluieren von Potential IV und V. Dies führt zu einer Anhebung des Minimalwertes von Potential IV und damit bei der Bestimmung der Amplitude (Min.-Max.) zu einer kleineren Ampitude. Die Amplitude der einzelnen Potentiale wird außerdem beeinflußt durch die Position der Ableitelektroden (s. Abb 9). Zusätzlich hat die Applikationsart der akustischen Stimuli einen Einfluß auf die FAEP (GORGA u. THORTON 1989). Die Amplitude der einzelnen Potentiale weist insgesamt starke Schwankungen auf, die Amplituden sind weniger stabil als die Latenzen oder Interpeaklatenzen. 5.3 Erkennen von Taubheit Eine vollständige Taubheit kann meist bereits durch eine Verhaltensuntersuchung festgestellt werden. Eine sicherere und objektive Meßmethode ist die Messung von akustisch evozierten Potentialen. Die ERA ist vor allem zur definitiven Diagnose einseitiger Taubheit oder ein- bzw. beidseitiger Schwerhörigkeit erforderlich (STRAIN 1991). 5. Diskussion 79 Nach unseren Untersuchungen von experimentell ertaubten Katzen und klinischen Patienten läßt sich eine Schwerhörigkeit oder Taubheit mit Hilfe der Messung von FAEP sehr gut diagnostizieren. Die charakteristischen Veränderungen (Anhebung der Hörschwelle, Verminderung der Amplitude, Verkürzung der Latenzen und untypisches Ausehen der Potentiale) ermöglichen eine leichte Unterscheidung von hörenden Katzen und Tieren mit einer Hörstörung. Eine diagnostizierte Hörstörung kann dabei verschiedenen Ursachen haben. Bei weißen Katzen handelt es sich mit großer Wahrscheinlichkeit um eine angeborene Taubheit. Diese genetisch determinierte Hypopigmentation führt im Innenohr zur epitheliosensorischen oder neuroepithelialen Degeneration und damit zu einem kochleären Hörschaden, der bereits in der ersten Lebenswoche elektrophysiologisch nachgewiesen werden kann (REBILLARD et al. 1981a). Auch die lokale oder systemische Applikation von ototoxischen Medikamenten kann zu einem kochleären Hörschaden führen (MOUNT et al. 1991; MANSFIELD 1990, MAIR 1979). So wurde z.B. für die experimentelle Ertaubung der Katzen in Gruppe 2 das zu den Aminoglykosiden zählende Antibiotikum Neomycin eingesetzt. Es schädigt in erster Linie die basal gelegenen Haarzellen durch Blockierung der Ionenkanäle in der Zellmembran und führt so zu einer anfänglichen Hochtonschwerhörigkeit, die sich später ausbreitet und zur vollständigen Taubheit führt. Bei klinischen Patienten kann bei älteren Tieren auch eine Altersschwerhörigkeit (Presbyakusis) Ursache für veränderte FAEP sein. Es kommt hierbei zur Degeneration der basalen Windung der Kochlea (Hochtonschwerhörigkeit) (MAIR 1979) sowie zur Atrophie des Spiralganglions (FAITH 1979). Auch eine Leitungsschwerhörigkeit durch eine Otitis externa/media oder altersbedingte Verknöcherung des Mittelohres sind möglich (ROSE 1977c). Auch wenn mit der Messung der FAEP eine eindeutige Diagnose der Taubheit möglich ist, so ist deshalb zur Ermittlung der genauen Taubheitsursache eine ausführliche anamnestische Untersuchung der Katze notwendig. 80 5. Diskussion 5.3.1 Konsequenzen Ausgelöst durch ein Gerichtsurteil, das taube weiße Katzen als Qualzucht bezeichnet bzw. aus tierschützerischen Überlegungen heraus, gewinnt die audiometrische Untersuchung von Katzen in Deutschland zunehmend an Bedeutung. Eine praktische Maßnahme um die Anzahl der weißen Katzen mit angeborener Taubheit zu reduzieren, ist der Ausschluß von tauben Tieren aus der Zucht. Die Taubheit kann dadurch nicht komplett eliminiert werden, aber die Inzidenz wird verringert (CREEL 1980). Um einem generellen Zuchtverbot von weißen Katzen vorzubeugen, verschärften deshalb in den letzten Jahren deutsche Katzenzuchtverbände von sich aus ihre Zuchtrichtlinien. So schreibt z. B. seit Juni 1995 der erste Katzenzuchtverband (1. DEUTSCHER EDELKATZENZÜCHTER-VERBAND e.V.) in seinen Zuchtrichtlinien eine Messung von akustisch evozierten Potentialen bei weißen Zuchtkatzen vor. In den Zuchtrichtlinien dieses Vereins ist festgelegt, daß bei weißen Katzen vor Einsatz in der Zucht Taubheit durch die Messung akustisch evozierter Potentiale ausgeschlossen werden muß. Wenn eine Taubheit vorliegt, darf mit diesen Katzen nicht gezüchtet werden. Weiterhin dürfen zwei weiße Tiere nicht miteinander verpaart werden. Auch die FIFE (FÉDÉRATION INTERNATIONALE FÉLINE), der Weltdachverband der Katzenzüchter hat mit dem 01.01.1996 verschiedene Änderungen vorgenommen: So sind taube weiße Katzen zu den Ausstellungen und zur Zucht nicht mehr zugelassen, bei weißen Katzen muß ein Zertifikat vom Tierarzt vorliegen, daß sie nicht taub sind. Die reine Wohnungshaltung von beidseitig tauben Welpen ist nach STRAIN (1991) und nach eigenen Erfahrungen im Umgang mit den experimentell ertaubten Katzen möglich, es bedarf jedoch einer besonders intensiven Zuwendung von Seiten des Besitzers. Diese Tiere brauchen aufmerksame Fürsorge, um den Hörverlust und die eingeschränkte Wahrnehmung ihrer Umwelt / den reduzierten sensorischen Input zu kompensieren. Das Zusammenleben mit hörenden Artgenossen ist (bei 5. Diskussion 81 gegenseitiger Sympathie) von Vorteil. Taube Katzen nehmen die Reaktion der hörenden Tiere auf Geräusche optisch oder somatosensorisch war und erhalten dadurch mehr Information über ihre Umwelt. Bei Freilaufhaltung sind sie gefährdeter als ihre hörenden Artgenossen und haben ein erhöhtes Risiko früh durch Unfälle zu sterben. Mögliche Hilfe bei unvollständiger Taubheit wäre ein im äußeren Gehörgang einzusetzendes Hörgerät, wie es für schwerhörige Hunde mit Resthörvermögen seit Neuestem praktiziert wird (CHRISMAN 1991). Voraussetzung ist dabei die Mitarbeit des Tieres und des Besitzers sowie die Anpassung des Gerätes durch einen Spezialisten. Ob dieses auch für Katzen praktikabel ist, bleibt fraglich. 82 6. Zusammenfassung 6 ZUSAMMENFASSUNG Akustisch evozierte Potentiale sind durch Schallreize ausgelöste und in Folge der Reizweiterleitung entstehende Potentialveränderungen entlang der zentralen Hörbahn. Die Messung der frühen akustisch evozierten Potentiale (FAEP) ist ein objektives, nicht invasives Verfahren zur Überprüfung des Hörvermögens, das auch bei kooperationsunfähigen oder -unwilligen Patienten einsetzbar ist. Im Rahmen dieser Studie wurde die Entwicklung der FAEP bei der Katze im ersten Lebensjahr untersucht. Grundlage bildeten fortlaufende Ableitungen von sechs Katzen aus verschiedenen Würfen im Alter von 7 bis 365 Tagen, die durch Einzeloder Mehrfachmessungen an sechsunddreißig weiteren Katzen ergänzt wurden. In Abhängigkeit vom Lebensalter und vom Schalldruckpegel wurden die Hörschwelle, die Latenzen, Interpeaklatenzen und Amplituden der FAEP ermittelt. Anhand dieser Parameter wurden die FAEP charakterisiert und die Ausreifung der Hörbahn beurteilt. Ab dem siebten Lebenstag ließen sich mit den eingesetzten Geräten bei den Katzenwelpen erstmals FAEP ableiten, die durch eine hohe Hörschwelle, verlängerte Latenzen und niedrige Amplituden gekennzeichnet waren. Bis zum 60. Lebenstag folgte eine deutliche Absenkung der Hörschwelle, eine Verkürzung der Latenzen und ein Anstieg der Amplituden. Die Hörbahn der Katze ist im Alter von acht Wochen fast vollständig ausgereift. Die Ableitung der FAEP bei der Katze ermöglicht eine objektive Diagnose von Hörstörungen. Klinische Relevanz besitzt vorallem die angeborene Taubheit bei der weißen Katze, die seit mehr als hundert Jahren bekannt ist und häufig bei blauäugigen weißen Katzen auftritt. Das für die Innenohrdegeneration verantwortliche, dominante Gen ist pleiotrop und zeigt eine unvollständige Penetranz bezüglich der blauen Augenfarbe und der Hörstörungen. Dadurch ist eine eindeutige Diagnose der Innenohrschäden aufgrund des Phänotyps ausgeschlossen. Nur durch eine audiometrische Untersuchung z. B. mit Hilfe der FAEP ist der Nachweis eines Hörschadens möglich. Dies wurde durch Messung von FAEP bei experimentell ertaubten Katzen (n=40) und klinischen Patienten (n=16) dokumentiert. 6. Zusammenfassung 83 Daher ist die Ableitung von frühen akustisch evozierten Potentialen als zuchthygienische Maßnahme zur Verringerung der Inzidenz der angeborenen Taubheit bei der weißen Katze sehr zu empfehlen. Aufgrund der Ausreifung der Hörbahn kann dieses Meßverfahren bereits nach Vollendung des 2. Lebensmonates (d.h. bei Katzen im Absatzalter) in der Klinik routinemäßig eingesetzt werden. 84 7. Summary 7 SUMMARY Keller, Petra: Investigation of the development of the early auditory evoked potentials (EAEPs) of the cat for experimental and clinical use Auditory evoked potentials are released by acoustic stimuli and, as a consequence of the stimulus conduction, originate in alterations of the electrical potentials along the central auditory pathway. The measurement of early auditory evoked potentials (EAEPs) is an objective non-invasive procedure to examine the hearing ability, which also works with non-cooperative patients. This study investigated the development of the EAEPs of the cat during the first year of life. Based on continuous derivations from six cats of different litters from the 7th up to the 365th day of life, this work is completed by single or multiple measurements of 36 further cats. The hearing level, latencies, interpeak latencies and amplitudes of the EAEP potentials were determined in dependence of age and stimulus level. With the aid of these parameters, a characterization of the EAEPs and an assessment of the maturation of the auditory pathway has been carried out. At the seventh day of life early auditory evoked potentials could be measured first with the used equipment. They were characterized by high thresholds, prolonged latencies and low amplitudes. Up to the 60th day of life there was a distinct degradiation of the hearing threshold, a reduction of latencies and an increase of amplitudes. It was assumed that of the auditory pathway of the cat has almost completely matured by the age of eight weeks. The measurement of the EAEP allows an objective diagnosis of hearing defects. Of particular clinical relevance is the congenital deafness of the white cat, which has been known for more than a hundred years and often occurs in blue-eyed white cats. The causal gene, which follows a dominant inheritance, is pleitrop and shows an incomplete penetrance for blue eyes and cochlear degeneration. There is no way for a reliable detection of the hearing defect by phenotypes alone. Only electrodiagnostic testing allows a clear detection of the hearing disability. This was documented by further EAEP measurements of cats with experimental hearing loss (n=40) and clinical patients (n=16). 7. Summary 85 For this reason the derivation of EAEP is a useful tool for cat breeders to eliminate the congenital deafness in white cats and obtain a genetical improvement. Due to the maturation of the auditory pathway the EAEP measurements can already be recorded in the cat at the age of eight weeks (weaning age). 86 8. LITERATURVERZEICHNIS 8 LITERATURVERZEICHNIS ALEXANDER, G., u. J. TANDLER (1905): Untersuchungen an kongenital tauben Hunden, Katzers und an Jungen kongenital tauber Kertzen Arch. Ohrenheilkd. 66, 161-179, zit. nach REBILLARD et al. (1981b) BAMBER, R. (1933): Correlation between white coat colour, blue eyes and deafness in cats. J. Genet. 27, 407-413 BEGALL, K., u. H. VON SPECHT (1994): Elektrophysiologische Hörprüfmethoden im Kindesalter - eine kritische Betrachtung. Eur. Arch. OtoRhinoLaryngol. Suppl, Nr. 1, 129 - 148 BERGSMA, D. R., u. K. S. BROWN (1976): Animal models of albinism. Birth Defects Orig. Artic. Ser. 7, Nr. 3, 409 - 413 BERGSMA, D. R., u. K. S. BROWN (1971): White fur, blue eyes, and deafness in the domestic cat. J. Hered. 62, 171 - 185 BLACK, R. C., G. M. CLARK, S. J. O´LEARY u. C. WALTERS (1983): Intracochlear electrical stimulation of normal and deaf cats investigated using brainstem response audiometry. Acta Otolaryngol. Suppl. (Stockh) 399, 5 - 17 BODENHAMER, R. D., J. F. HUNTER u. P. J. LUTTGEN (1985): Brain stem auditory-evoked responses in the dog. Am. J. vet. Res. 46, Nr. 8, 1787 - 1792 BOSCHER, S.K., u. C. S. HALLPIKE (1965): Observations on the histological features, development and pathogenesis of the inner ear degeneration of the deaf white cat. Proc. roy. Soc. B. 162, 147 - 170 BUCHWALD, J. S., u. C. SHIPLEY (1986): Development of auditory evoked potentials in the kitten. in: NORWOOD, N. J. : 2. Aufl., Advances in neural and behavioral development. Ablex Pub Corp, S 95 - 118 BUCKMASTER, P. S., T.A. HOLLIDAY, S.C. BAI u. Q. R. ROGERS (1993): Brainstem auditory evoked potential interwave intervals are prolonged in vitamin B6-deficient cats. J. Nutr. 123, Nr. 1, 20 - 26 8. LITERATURVERZEICHNIS 87 CANTON, R. (1875): The electric currents of the brain. Br. med. J. 2, 278, zit. nach FISCHER (1990) CHRISMAN, C. L. (1991): Problems in small animal neurology. 2. Aufl., Lea & Fibiger, Philadelphia, London COLEMAN, J. R. (1990): Development of auditory system structures. in: COLEMAN, J. R. Development of sensory systems in mammals, Verlag John Wiley and Sons, New York. Kapitel 5, S 205 - 247 CORDS, S.M. (1996) Einfluß elektrischer intracochleärer Stimulation auf die Latenzen elektrisch evozierter Hirnstammpotentiale bei der neonatal ertaubten Katze. Hannover, Tierärztl. Hochsch., Diss., 125 S CREEL, D. (1980): Inappropriate use of albino animals as models in research. Pharmac. Biochem. Behav. 12, Nr. 6, 969 - 977 CREEL, D., J. W. CONLEE, L. L. COLLIER u. D. J. PRIEUR (1994): Auditory brainstem responses in cats with Chediak-Higashi syndrom. Acta Otolaryngol. Suppl. (Stockh) 114, 373 - 375 DANILEVSKY, V.Y. (1877): Investigations into the physiology of the brain. Thesis, University of Karkov., zit. nach FISCHER (1990): DARWIN, C. (1859): The origin of species . 1. Aufl., JOHN MURREY [Hrsg.], London, zit. nach BAMBER (1933) DELACK, J. B. (1984): Hereditary deafness in the white cat. Compend. Contin. Educ. Pract. Vet. 6, Nr. 7, 609 - 617 EGGERMONT, J. J. (1996): Differential maturation rates for response parameters in cat primary auditory cortex. Auditory Neuroscience 2, 309 - 327 EGGERMONT, J. J. (1985): Evoked potentials as indicators of auditory maturation. Acta Otolaryngol. Suppl. (Stockh) 421, 41 - 47 88 8. LITERATURVERZEICHNIS EHRET. G. u. R. ROMAND (1981): Postnatal development of absolute auditory thresholds in kittens. J. comp. physiol. Psychol. 95, Nr. 2, 304 - 311 FAITH, R.E. (1979): Apossible animal model for Waardenburg´s syndrom. Int. J. Dermatol. 18, 372 - 373 FISCHER, A. (1990): Klinische Anwendung früher akustisch evozierter Potentiale beim Hund. München, Ludwig-Maximilians-Universität, Tierärztl. Fakultat, Diss., 139 S FULLERTON, B. C., R. A. LEVINE, H. L. HOSFORD-DUNN u. N. Y. S. KIANG (1987): Comparison of cat and human brain-stem auditory evoked potentials. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 66, 547 - 570 GORGA, M. P. u. A. R. THORNTON (1989): The choice of stimuli for ABR measurements. Ear. Hear. 10, Nr 4, 217 - 230 GUILLERY, R.W., T.L. HICKEY u. P.D. SPEAR (1981): Do blue-eyed white cats have normal or abnormal retinofugal pathways. Invest. Ophthalmol. V. S. Sci., 27 - 33 HIKASA, Y., N. KOJIMA, K. TAKASE u. S. OGASAWARA (1993): Effects of thiopental, ketamine, diazepam, xylazine, and nitrous oxide on EEG spike activity and convulsive behaviour during enflurane anesthesia in spontaneously breathing atropinized cats. Effect at surcical depth. Vet. Surg. 22, Nr. 4, 318 - 325 HOLLIDAY, T.A. (1992): Unilateral and bilateral brainstem auditory-evoked response abnormalities in 900 dalmatian dogs. J. Vet. Intern. Med. 6, Nr. 3, 166 - 174 HOLLIDAY, T. A., u. M. E. TE SELLE (1985): Brain stem auditory-evoked potentials of dogs: wave forms and effects of recording electrode positions. Am. J. vet. Res. 46, Nr. 4, 845 - 851 HOTH, S., u. T. LENARZ (1994): Elektrische Reaktions-Audiometrie. Springer-Verlag, Berlin 8. LITERATURVERZEICHNIS 89 HOTH, S., u. T. LENARZ (1993): Otoakustische Emissionen (Grundlagen und Anwendung). Thieme Verlag, Stuttgart HUDSON, L. C., u. W. P. HAMILTON (1993): Atlas of feline anatomy for veterinarians. Saunders Company, Philadelphia, London JEWETT, D. L. (1970): Volume conducted potentials in response to auditory stimuli as detected by averaging in the cat. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 28, 609 - 618 zit. nach: JEW. u. ROM.(1972) JEWETT, D. L., u. M. N. ROMANO (1972): Neonatal development of auditory system potentials averaged from the scalp of rat and cat. Brain Res. 36, 101 - 115 JEWETT, D. L., M. N. ROMANO u. J. S. WILLISTON (1970): Human auditory evoked potentials: possible brainstem components detected on the scalp. Science 167, 1517 - 1518 zit. nach: JEWETT, D. L., u. M. N. ROMANO (1972) KLINKE, R. (1995): Gleichgewichtssinn, Hören, Sprechen. in: SCHMIDT, R.F. u. G. THEWS 26. Aufl., Physiologie des Menschen Springer Verlag, Berlin, Heidelberg, S 291 - 319 KOCH, T., u. R. BERG (1985): Lehrbuch der Veterinär-Anatomie 4. Aufl., Bd. 3. Die großen Versorgungs - und Steuerungssysteme, Gustav Fischer Verlag, Jena MAIR, I.W.S. (1979): Disease of the ear. in: ANDREWS, E. J., B.C. WARD u. N.H. ALTMAN: Spontaneous animal models of human disease, 3. Teil. Academic Press, S 83 - 94 MAIR, I.W.S. (1973): Hereditary deafness in white cat. Acta Otolaryngol. Suppl. 314, Nr.1, 1 - 48 MANSFIELD, P. D. (1990): Ototoxicity in dogs and cats. 90 8. LITERATURVERZEICHNIS Compend. Contin. Educ. Pract. Vet. 12, Nr. 3, 331 - 337 MARSHALL, A. E. (1985a): Brainstem auditory-evoked response in the non-anesthetized horse and pony. Am. J. vet. Res. 46, Nr. 4, 1445-1450 MARSHALL, A. E. (1985b): Brain stem auditory-evoked response of the nonanesthetized dog. Am. J. vet. Res. 46, Nr. 4, 966 - 973 MEIJ, B. P., A. J. VENKER-VAN-HAAGEN u. W. E. VAN-DEN BROM (1992): Relationship between latency of brainstem auditory-evoked potentials and head size in dogs. Vet. Q. 14, Nr. 4, 121 - 126 MELCHER, J. R., I.M. KNUDSON, B. C. FULLERTON, J. J. GUINAN, B. E. NORRIS u. N. Y. S. KIANG (1996): Generators of the brainstem auditory evoked potentials in cat. I - III. Hear. Res. 93, 1 - 27 MEYER-WAARDEN, K. (1985): Bioelektrische Signale und ihre Ableitverfahren. Schattauer Verlag, Stuttgart, New York MEYER ZUM GOTTESBERGE, A.-M. (1991): Mikroanalytische Untersuchungen des Melanins im Innenohr des Meerschweinchens. Oto-Rhino-Laryngol. Nova 1, 182 - 186 MEYER ZUM GOTTESBERGE, A.-M. (1988): Physiology and pathophysiology of inner ear melanin. Pigment Cell Res 1, 238 - 249 MOORE, D.R. (1985): Postnatal development of the mamalian central auditory system and the neural consequences of auditory deprivation Acta Otolaryngol. Suppl. (Stockh.) 421, 19-30 MOORE, D.R. (1981): Development of the cat peripheral auditory system: input-output functions of cochlear potentials. Brain Res. 219, 29 - 44 MOUNT, R. J., R. V. HARRISON, S. G. STANTON u. A. NAGASAWA (1991): Correlation of cochlear pathology with auditory brainstem and cortical responses in cats with high frequency hearing loss. Scanning. Microsc. 5, Nr. 4, 1105 - 1112 8. LITERATURVERZEICHNIS 91 NEER, T. M. (1988): Deafness. in: FORD, R.B. Clinical signs and diagnosis in small animal practise, S 723 - 733 NEER, T. M. (1995): The ears. in: HOSKINS, J.D. 2. Aufl., Veterinary pediatrics: Dogs and cats from birth to six month of age. Saunders Company, Philadelphia, London Kapitel 13, S 283 - 295 NIEUWENHUYS, R., J. VOOGD u. C. VAN HUIJZEN (1991): Das Zentralnervensystem des Menschen, Ein Atlas mit Begleittext. 2. Aufl., Springer Verlag, Berlin, Heidelberg PEDERSEN, N.C. (1991): Feline husbandry. Diseases and management in the multiple-cat environment American Veterinary Publications, Goleta PHILLIPS, T. R., O. PROSPERO-GARCIA, D. L. PUAOI, D. L. LERNER, H. S. FOX, R. A. OLMSTED, F. E. BLOOM, S. J. HENRIKSEN u. J. H. ELDER (1994): Neurological abnormalities associated with feline immunodeficiency virus infection, J Gen. Virol. 75, Nr. 5, 979 - 987 PINTERA, A. u. J. MAGET (1988): Katzen. Verlag Werner Dausien, Hanau POOK, H.A. u. J. E. STEISS (1990): Correlation of brain stem auditory-evoked responses with cranium size and body weight of dogs. Am. J. vet. Res. 51, Nr. 11, 1779 - 1783 PUJOL, R. (1972): Development of tone-burst responses along the auditory pathway in the cat. Acta Otolarygol. 74, 383 - 391 PUJOL, R., E. CARLIER u. C. DEVIGNE (1978): Different pattern of cochlear Innervation during the development of the kitten. J. comp. Neurol. 77, 529 - 536 PUJOL, R. u. R. MARTY (1970): Postnatal maturation in the cochlea of the cat. J. comp. Neurol. 139, 115 - 126 92 8. LITERATURVERZEICHNIS PUJOL, R., M. REBILLARD u. G. REBILLARD (1977): Primary neural disorders in the deaf white cat cochlea. Acta Otolarygol. 83, 59 - 64 REBILLARD, M., G. REBILLARD u. R. PUJOL (1981a): Variability of the hereditary deafness in the white cat 1. Physiology. Hear. Res. 5, 179 - 187 REBILLARD, M., G. REBILLARD u. R. PUJOL (1981b): Variability of the hereditary deafness in the white cat 2. Histology. Hear. Res. 5, 189 - 200 REUTER, G., A. H. GITTER u. H. P. ZENNER (1991): Morphologischer Nachweis schneller Bewegungen äußerer Haarzellen des Innenohres als Ursprung des cochleären Verstärkungsprozesses. Verh. Anat. Ges. 83: Anat. Anz. Suppl. 166, 583 - 584 ROBINSON, R. (1991): Genetics for cat breeders. 3. Aufl., Gammon Press, London ROMAND, R. (1984): Functional properties of auditory nerve fibers during postnatal development in the kitten. Exp. Brain Res. 56, 395 - 402 ROMAND, R. (1983): Development of the frequency selectivity of auditory nerve fibers in the kitten. Neurosci. Lett. 35, 271 - 276 ROMAND, R. u. R. MARTY (1975): Postnatal maturation of the cochlear nuclei in the cat: A neurophysiological study. Brain. Res. 83, 225 - 233 ROMAND, R., R. PUJOL, N. KÖNIG u. R. MARTY (1970): Maturation electrophysiologique de la cochlée. C. R. Acad. (Paris) 270: (Ser. D) 2476 - 2479 ROSE, W. R. (1977a): Audiology 1. Hearing and deafness 14 Vet. Med. Small Anim. Clin. 72, Nr. 2, 281 - 286 ROSE, W. R. (1977b): Audiology 2. Pure-tone audiometry 15 8. LITERATURVERZEICHNIS 93 Vet. Med. Small Anim. Clin. 72, Nr. 3, 422-431 ROSE, W. R. (1977c): Audiology 3. Interpretation of audiograms (air-conduction testing) 16 Vet. Med. Small Anim. Clin. 72, Nr. 4, 624 - 629 ROSE, W. R. (1977d): Audiology 4. Interpretation of audiograms (bone-conduction testing) 17 Vet. Med. Small Anim. Clin. 72, Nr. 5, 863 - 867 ROSE, W. R. (1977e): Audiology 5. Conditioned pure-tone audiometry 18 Vet. Med. Small Anim. Clin. 72, Nr. 6, 1090 - 1096 ROSE, W. R. (1977f): Audiology 6. Natural sound test 19 Vet. Med. Small Anim. Clin. 72, Nr. 7, 1165 - 1169, ROSE, W. R. (1977g): Audiology 7. Additional Hearing Tests 20 Vet. Med. Small Anim. Clin. 72, Nr. 8, 1295 - 1298, SCHRÖDER, L. (1989): Sinnesphysiologie. in: KOLB, E. [Hrsg.] Lehrbuch der Physiologie der Haustiere. 5. Aufl., Bd. 2. Gustav Fischer Verlag, Jena Kapitel 22, S 916 - 960 SEIFERLE, E. (1992): Gleichgewichts- Gehörorgan, Organum vestibulocochleare in: NICKEL, R., A. SCHUMMER u. E. SEIFERLE Lehrbuch der Anatomie der Haustiere. 3. Aufl., Bd. 4, Nervensystem, Sinnesorgane, Endokrine Drüsen. Verlag Paul Parey, Berlin und Hamburg, S 444-472 SHELTON, S. B., J. E. STOCKARD-POPE, C. L. CHRISMAN, G. NICHOLS u. D. SHEPHERD (1993): Brain stem auditory-evoked responses to clicks and tone bursts in notched noise in Dalmatian puppies. Prog. Vet. Neurol. 4, Nr. 2, 31 - 35 SHIU,J. N., K. J. MUNRO u. C. L. COX (1997): Normative auditory brainstem response data for hearing threshold and neurootological diagnosis in the dog. J Small Animal Pract. 38, 103 - 107 94 8. LITERATURVERZEICHNIS SICHEL, A. (1848): Note sur un rapport remarquable entre le pigment des poils et de l`iris et la faculté de l`ouïe chez certains animaux. Ann. Sci. Nat. Zool. (paris) 8, 239 - 241 zit. nach: BAMBER (1933) SILBERNAGL, S., u. A. DESPOPOULOS (1983) dtv-Atlas der Physiologie, 2. Aufl., Thieme Verlag / Deutscher Taschenbuch Verlag, Stuttgart SIMS, M. H. (1990): Evoked response audiometry in dogs. Prog. Vet. Neurol. 1, Nr. 3, 275 - 283 SIMS, M. H. (1989): Hearing loss in small animals: occurence and diagnosis, in: KIRK, R.W. Current Veterinary Therapie X, Small animal Practice W.B. Saunders Company, Philadelphia, London Kapitel 8: Neurologic and Neuromuscular Disorders, S 805 - 811 SIMS, M. H. (1988): Electrodiagnostic evaluation of auditory function. Vet. Clin. N. Am.: Small Anim. Practice 18, Nr. 4, 913 - 944 SIMS, M. H., u. J. E. HOROHOV (1986): Effects of xylazine and ketamin on the acoustic reflex and brain stem auditoryevoked response in the cat. Am. J. vet Res. 47, Nr. 1, 102 - 109 SIMS, M. H., u. R. E. MOORE (1984a): Auditory-evoked response in the clinically normal dog: early latency components. Am. J. vet. Res. 45, Nr. 10, 2019 - 2027 SIMS, M. H., u. R. E. MOORE (1984b): Auditory-evoked response in the clinically normal dog: middle latency components. Am. J. vet. Res. 45, Nr. 10, 2028 - 20xx SPOENDLIN,H. (1969): Innervation patterns in the organ of corti of the cat. Acta otolaryngol. (Stockh) 67, 239 - 254 STADES, F. C., W. NEUMANN, M. H. BOEVÉ u. M. WYMAN (1996): Praktische Augenheilkunde für den Tierarzt. Schlütersche Verlagsgesellschaft, Hannover 8. LITERATURVERZEICHNIS 95 STEISS, J. E., T. R. BOOSINGER, J. C., WRIGHT, D.P. STORRS u. S. R. PILLAI (1992): Healing of experimentally perforated tympanic membranes demonstrated by electrodiagnotic testing and histopathology. J. Am. Anim. Hosp. Assoc. 28, 307 - 310 STEISS, J. E., J. C. WRIGHT u. D. P. STORRS (1990): Alterations in the brain stem auditory evoked response threshold and latencyintensity curve associated with conductive hearing loss in dogs. Prog. Vet. Neurol. 1, Nr. 2, 205 - 211 STRAIN, G. M. (1996): Aetiology, prevalence and diagnosis of deafness in dogs and cats. Brit. Vet. J. 152, Nr. 1, 17-36 STRAIN, G. M. (1992): Brainstem auditory evoked potentials in veterinary medicine. Brit. Vet. J. 148, Nr. 4, 275 - 277 [Editorial] STRAIN, G. M. (1991): Congenital deafness in dogs and cats. Compend. Contin. Educ. Pract. Vet., 13, Nr. 2, 245-250; 252 - 253 STRAIN, G. M., K. D. GREEN, A. C. TWEDT u. B. L. TEDFORD (1993): Brain stem auditory evoked potentials from bone stimulation in dogs. Am. J. vet. Res. 54, Nr. 11, 1817 - 1821 STRAIN, G.M., M.T. KEARNEY, I. J. GIGNAC, D. C. LEVESQUE, H. J. NELSON, B. L. TEDFORD u. L. G. REMSEN (1992): Brainstem auditory evoked potential assessments of congenital deafness in Dalmatians: Association with phenotypic markers. J. Vet. Intern. Med. 6, Nr. 3, 175 - 182 STRAIN, G. M., B. L. TEDFORD u. R. M. JACKSON (1991): Postnatal development of the brain stem auditory-evoked potential in dogs. Am. J. vet. Res. 52, Nr. 3, 410 - 415 STRAIN, G. M., M. C. GRAHAM, M. S. CLAXTON u. B. M. OLCOTT (1989): Postnatal development of brainstem auditory-evoked potentials, electroretinograms, and visual-evoked potentials in the calf. J. Vet. Intern. Med. 3, Nr. 4; 231 - 237 STÜRZEBECHER, E., H. WAGNER, M. CEBULLA, S. HEINE u. P. JERZYNSKI (1993): Rationelle objektive Hörschwellenbestimmung mittels Tonpuls -BERA mit Notched Noise Maskierung, Audiologische Akustik 3, 164 - 176 96 8. LITERATURVERZEICHNIS TOKURIKI, M., K. MATSUNAMI u.Y. UZUKA (1990): Relative effects of xylazine-atropine, xylazine-atropine-ketamine, and xylazineatropine-pentobarbital combinations and time-course effects of the latter two combinations on brain stem auditory-evoked potentials in dogs. Am. J. vet. Res. 51, Nr. 1, 97 - 102 VAN DEN HONERT, C., u. P. H. STYPULKOWSKI (1986): Characterisation of the electrically evoked auditory brainstem response in cats and humans. Hear. Res. 21, 109 - 126 VON BEKESY, G. (1953): Description of some mechanical properties of the organ of corti. J. Acoust. Soc. Am. 25, Nr. 4, 770 - 785 WALSH, E. J., u. R. ROMAND (1992): Functional development of the cochlea and the cochlea nerve. in: ROMAND, R. Development of auditory and vestibular systems 2 Elsvier Science Kapitel 6, S 161 - 219 WALSH, E. J., M. GORGA u. J. MC GEE (1992): Comparisons of the development of auditory brainstem response latencies between cats and humans. Hear. Res. 60, 53 - 63 WALSH, E. J., u. J. A. MC GEE (1987): Postnatal development of auditory nerve and cochlear nucleus neuronal responses in kittens. Hear. Res. 28, 97 - 116 WALSH, E. J., J. MC GEE u. E. JAVEL (1986a): Devellopment of auditory evoked potentials in the cat. I Onset of response and development of sensitivity J. Acoust. Soc. Am. 79, 712 - 724 WALSH, E. J., J. MC GEE u. E. JAVEL (1986b): Devellopment of auditory evoked potentials in the cat. II Wave latencies J. Acoust. Soc. Am. 79, 725 - 744 WALSH, E. J., J. MC GEE u. E. JAVEL (1986c): Devellopment of auditory evoked potentials in the cat. III Wave Amplitudes J. Acoust. Soc. Am. 79, 745 - 754 8. LITERATURVERZEICHNIS 97 WILKES, M. K., u. A. C. PALMER (1992): Congenital deafness and vestibular deficit in the dobermann. J Small Animal Pract. 33, Nr. 5, 218 - 224 ZENNER, H. P. (1994) Physiologische und biochemische Grundlagen des normalen und gestörten Gehörs. Georg-Thieme-Verlag, Stuttgart, New York. ZENNER, H. P. (1993) Hören in: SCHMIDT, R.F. Neuro- und Sinnesphysiologie Springer-Lehrbuch, Springer-Verlag, Berlin Heidelberg Kapitel 11: S 305-328 ZENNER, H. P. (1990) Die Schallverarbeitung im Innenohr - neue Erkenntnisse zur Zellbiologie der Haarzelle. Steiner, Stuttgart. ZENNER, H. P. (1986) Aktive Bewegungen von Haarzellen: Ein neuer Mechanismus beim Hörvorgang. HNO 34, 133-138 ZENNER, H. P., G. REUTER, P. K. PLINKERT u. A. H. GITTER (1990) Fast and slow motility of outer hair cells in vitro and in situ. in: WILSON, J.P. u. D.T. KEMP Cochlear Mechanisms and Otoacoustic Emmissions, Reihe Advances in Audiology, Vol. 7, Karger, Basel ZENNER, H. P. u. A. H. GITTER (1987) Die Schallverarbeitung des Ohres. Physik in unserer Zeit 4, 97 - 105 98 9. Anhang 9 ANHANG Die hier im Anhang angegebenen Mittelwerte und Standardabweichungen basieren ausschließlich auf den Daten der Entwicklungsstudie (Gruppe 1). Alter [LT] Hörschwelle [dB nHL] linkes Ohr rechtes Ohr gesamt 11 47 ± 8 45 ± 6 46 ± 16 37 ± 12 35 ± 10 36 ± 11 19 28 ± 8 30 ± 14 29 ± 11 23 28 ± 8 27 ± 5 27 ± 6 26 27 ± 8 23 ± 7 25 ± 7 32 18 ± 4 22 ± 4 20 ± 4 39 18 ± 4 20 ± 6 19 ± 5 46 13 ± 7 13 ± 7 13 ± 6 54 22 ± 13 16 ± 5 19 ± 10 60 15 ± 8 14 ± 13 15 ± 11 67 15 ± 5 18 ± 8 17 ± 7 75 17 ± 5 18 ± 8 18 ± 6 90 13 ± 7 17 ± 11 15 ± 9 110 8 ± 4 5 ± 5 6 ± 5 120 10 ± 8 10 ± 8 10 ± 8 150 9 ± 9 10 ± 9 10 ± 8 180 13 ± 8 11 ± 9 12 ± 8 270 11 ± 7 11 ± 7 11 ± 7 365 10 ± 7 12 ± 6 11 ± 6 7 9. Anhang 99 FAEP der Katze bei 100 dB nHL /130 dB SPL Alter [LT] Latenz [ms] PI P II P III P IV PV 16 1,74 ± 0,45 2,79 ± 0,17 3,77 ± 0,24 5,38 ± 0,34 8,12 ± 0,27 19 1,71 ± 0,33 2,62 ± 0,16 3,58 ± 0,23 4,95 ± 0,34 7,23 ± 0,51 23 1,66 ± 0,39 2,48 ± 0,15 3,45 ± 0,19 4,60 ± 0,26 6,88 ± 0,34 26 1,69 ± 0,32 2,48 ± 0,18 3,32 ± 0,17 4,51 ± 0,25 6,55 ± 0,33 32 1,50 ± 0,32 2,23 ± 0,16 3,02 ± 0,09 4,07 ± 0,14 5,95 ± 0,22 39 1,44 ± 0,26 2,17 ± 0,14 2,95 ± 0,11 3,93 ± 0,16 5,68 ± 0,15 46 1,28 ± 0,22 2,06 ± 0,14 2,88 ± 0,16 3,78 ± 0,18 5,37 ± 0,41 54 1,32 ± 0,25 2,05 ± 0,14 2,84 ± 0,07 3,67 ± 0,08 5,19 ± 0,36 60 1,15 ± 0,05 1,95 ± 0,06 2,81 ± 0,08 3,61 ± 0,10 5,04 ± 0,30 67 1,12 ± 0,04 1,94 ± 0,07 2,78 ± 0,06 3,56 ± 0,09 5,08 ± 0,43 75 1,14 ± 0,05 1,97 ± 0,07 2,82 ± 0,08 3,56 ± 0,07 4,96 ± 0,45 90 1,18 ± 0,19 1,94 ± 0,12 2,73 ± 0,07 3,46 ± 0,08 4,61 ± 0,32 110 1,13 ± 0,05 1,92 ± 0,06 2,73 ± 0,09 3,50 ± 0,09 4,59 ± 0,16 120 1,17 ± 0,15 1,91 ± 0,09 2,69 ± 0,09 3,45 ± 0,09 4,62 ± 0,40 150 1,20 ± 0,17 1,94 ± 0,16 2,70 ± 0,08 3,43 ± 0,12 4,65 ± 0,40 180 1,15 ± 0,05 1,90 ± 0,08 2,67 ± 0,08 3,40 ± 0,11 4,44 ± 0,19 270 1,18 ± 0,06 1,93 ± 0,07 2,70 ± 0,12 3,44 ± 0,16 4,47 ± 0,31 365 1,18 ± 0,06 1,93 ± 0,08 2,68 ± 0,08 3,40 ± 0,11 4,42 ± 0,16 100 9. Anhang FAEP der Katze bei 90 dB nHL/120 dB SPL Alter [LT] Latenz [ms] PI P II P III P IV PV 16 1,82 ± 0,54 2,95 ± 0,28 3,92 ± 0,29 5,57 ± 0,41 8,40 ± 0,55 19 1,80 ± 0,40 2,72 ± 0,21 3,66 ± 0,34 5,08 ± 0,40 7,30 ± 0,75 23 1,66 ± 0,40 2,54 ± 0,20 3,55 ± 0,25 4,75 ± 0,32 7,13 ± 0,25 26 1,69 ± 0,32 2,53 ± 0,21 3,43 ± 0,22 4,62 ± 0,29 6,57 ± 0,34 32 1,52 ± 0,33 2,27 ± 0,16 3,08 ± 0,11 4,13 ± 0,25 6,13 ± 0,27 39 1,43 ± 0,25 2,20 ± 0,15 3,03 ± 0,13 3,96 ± 0,20 5,79 ± 0,31 46 1,30 ± 0,24 2,08 ± 0,16 2,85 ± 0,22 3,80 ± 0,21 5,37 ± 0,44 54 1,33 ± 0,27 2,10 ± 0,15 2,85 ± 0,10 3,66 ± 0,13 5,03 ± 0,34 60 1,18 ± 0,04 1,99 ± 0,05 2,78 ± 0,11 3,61 ± 0,10 4,96 ± 0,30 67 1,13 ± 0,05 2,01 ± 0,04 2,78 ± 0,08 3,54 ± 0,10 5,06 ± 0,43 75 1,18 ± 0,05 2,01 ± 0,06 2,76 ± 0,12 3,55 ± 0,09 4,95 ± 0,44 90 1,21 ± 0,15 1,99 ± 0,09 2,73 ± 0,07 3,46 ± 0,05 4,61 ± 0,31 110 1,16 ± 0,05 1,98 ± 0,04 2,71 ± 0,12 3,46 ± 0,05 4,45 ± 0,16 120 1,19 ± 0,15 1,95 ± 0,07 2,69 ± 0,10 3,43 ± 0,08 4,60 ± 0,38 150 1,22 ± 0,17 1,99 ± 0,17 2,67 ± 0,08 3,43 ± 0,11 4,61 ± 0,37 180 1,16 ± 0,05 1,92 ± 0,06 2,67 ± 0,09 3,39 ± 0,10 4,45 ± 0,23 270 1,18 ± 0,05 1,94 ± 0,07 2,69 ± 0,11 3,43 ± 0,14 4,50 ± 0,30 365 1,19 ± 0,06 1,93 ± 0,07 2,68 ± 0,08 3,40 ± 0,11 4,44 ± 0,11 9. Anhang 101 FAEP der Katze bei 80 dB nHL/110 dB SPL Alter [LT] Latenz [ms] PI P II P III P IV PV 16 2,33 ± 0,59 3,23 ± 0,32 4,11 ± 0,38 5,82 ± 0,40 9,15 ± 0,35 19 2,02 ± 0,54 2,95 ± 0,36 3,83 ± 0,36 5,32 ± 0,46 7,57 ± 0,88 23 1,85 ± 0,57 2,73 ± 0,34 3,64 ± 0,36 5,02 ± 0,47 7,36 ± 0,21 26 1,82 ± 0,42 2,71 ± 0,31 3,58 ± 0,28 4,75 ± 0,33 6,76 ± 0,45 32 1,53 ± 0,30 2,34 ± 0,18 3,22 ± 0,14 4,26 ± 0,29 6,10 ± 0,17 39 1,48 ± 0,29 2,27 ± 0,16 3,13 ± 0,31 4,14 ± 0,43 5,83 ± 0,51 46 1,33 ± 0,28 2,15 ± 0,18 2,86 ± 0,25 3,86 ± 0,27 5,30 ± 0,48 54 1,37 ± 0,29 2,11 ± 0,13 2,84 ± 0,13 3,72 ± 0,17 5,03 ± 0,36 60 1,20 ± 0,04 2,08 ± 0,07 2,81 ± 0,10 3,71 ± 0,11 4,97 ± 0,40 67 1,20 ± 0,00 2,05 ± 0,06 2,78 ± 0,08 3,65 ± 0,13 4,93 ± 0,44 75 1,21 ± 0,03 2,08 ± 0,10 2,78 ± 0,14 3,64 ± 0,14 4,98 ± 0,55 90 1,21 ± 0,13 2,01 ± 0,05 2,71 ± 0,08 3,54 ± 0,06 4,62 ± 0,31 110 1,18 ± 0,04 2,03 ± 0,04 2,69 ± 0,11 3,52 ± 0,06 4,50 ± 0,15 120 1,22 ± 0,14 2,00 ± 0,06 2,71 ± 0,10 3,52 ± 0,09 4,66 ± 0,38 150 1,26 ± 0,15 2,01 ± 0,14 2,71 ± 0,09 3,50 ± 0,11 4,59 ± 0,31 180 1,20 ± 0,05 1,98 ± 0,06 2,68 ± 0,12 3,48 ± 0,10 4,50 ± 0,22 270 1,22 ± 0,06 1,99 ± 0,09 2,70 ± 0,13 3,53 ± 0,14 4,54 ± 0,27 365 1,22 ± 0,06 1,99 ± 0,07 2,71 ± 0,09 3,48 ± 0,11 4,48 ± 0,17 102 9. Anhang FAEP der Katze bei 70 dB nHL/100 dB SPL Alter [LT] Latenz [ms] PI P II P III P IV PV 16 2,59 ± 0,46 3,50 ± 0,28 4,37 ± 0,37 6,11 ± 0,44 9,27 ± 0,38 19 2,31 ± 0,38 3,19 ± 0,24 4,00 ± 0,34 5,54 ± 0,43 7,80 ± 0,84 23 2,03 ± 0,65 2,93 ± 0,39 3,80 ± 0,38 5,15 ± 0,41 7,50 ± 0,10 26 2,01 ± 0,52 2,86 ± 0,35 3,66 ± 0,34 4,89 ± 0,32 6,78 ± 0,52 32 1,75 ± 0,51 2,56 ± 0,36 3,38 ± 0,34 4,49 ± 0,48 6,51 ± 0,12 39 1,63 ± 0,45 2,50 ± 0,37 3,20 ± 0,38 4,41 ± 0,65 5,70 ± 0,65 46 1,40 ± 0,37 2,24 ± 0,23 2,95 ± 0,25 3,95 ± 0,28 5,22 ± 0,61 54 1,44 ± 0,40 2,24 ± 0,25 2,97 ± 0,21 3,89 ± 0,24 4,86 ± 0,43 60 1,30 ± 0,21 2,20 ± 0,12 2,93 ± 0,18 3,82 ± 0,16 4,85 ± 0,41 67 1,27 ± 0,18 2,16 ± 0,11 2,78 ± 0,08 3,73 ± 0,14 5,00 ± 0,59 75 1,25 ± 0,07 2,17 ± 0,16 2,85 ± 0,25 3,77 ± 0,21 4,66 ± 0,46 90 1,27 ± 0,13 2,09 ± 0,07 2,77 ± 0,08 3,64 ± 0,06 4,66 ± 0,29 110 1,22 ± 0,04 2,09 ± 0,07 2,71 ± 0,11 3,63 ± 0,04 4,58 ± 0,13 120 1,30 ± 0,20 2,08 ± 0,09 2,77 ± 0,13 3,64 ± 0,10 4,63 ± 0,38 150 1,30 ± 0,19 2,11 ± 0,16 2,77 ± 0,14 3,64 ± 0,13 4,67 ± 0,34 180 1,28 ± 0,13 2,08 ± 0,09 2,73 ± 0,16 3,64 ± 0,15 4,55 ± 0,19 270 1,29 ± 0,07 2,10 ± 0,11 2,81 ± 0,17 3,66 ± 0,17 4,62 ± 0,26 365 1,25 ± 0,07 2,04 ± 0,06 2,72 ± 0,12 3,60 ± 0,09 4,67 ± 0,17 9. Anhang 103 FAEP der Katze bei 60 dB nHL/90 dB SPL Alter [LT] Latenz [ms] PI P II P III P IV PV 16 2,76 ± 0,52 3,64 ± 0,31 4,59 ± 0,40 6,30 ± 0,55 9,35 ± 0,49 19 2,39 ± 0,46 3,33 ± 0,28 4,21 ± 0,37 5,68 ± 0,52 7,96 ± 0,95 23 2,23 ± 0,49 3,12 ± 0,29 3,97 ± 0,33 5,34 ± 0,39 7,60 ± 0,16 26 2,13 ± 0,44 3,01 ± 0,26 3,76 ± 0,28 5,00 ± 0,32 6,74 ± 0,37 32 1,88 ± 0,52 2,72 ± 0,31 3,51 ± 0,30 4,66 ± 0,39 6,50 ± 0,19 39 1,91 ± 0,45 2,73 ± 0,41 3,34 ± 0,48 4,57 ± 0,64 5,55 ± 0,69 46 1,52 ± 0,39 2,37 ± 0,28 3,06 ± 0,33 4,12 ± 0,28 5,43 ± 0,65 54 1,67 ± 0,47 2,37 ± 0,24 3,11 ± 0,21 4,02 ± 0,26 4,99 ± 0,47 60 1,45 ± 0,28 2,38 ± 0,18 3,06 ± 0,23 3,99 ± 0,20 4,95 ± 0,40 67 1,45 ± 0,22 2,35 ± 0,22 3,05 ± 0,24 3,97 ± 0,25 4,91 ± 0,46 75 1,49 ± 0,20 2,37 ± 0,22 2,98 ± 0,22 3,94 ± 0,22 4,94 ± 0,53 90 1,45 ± 0,17 2,21 ± 0,14 2,87 ± 0,17 3,82 ± 0,12 4,73 ± 0,31 110 1,28 ± 0,14 2,19 ± 0,13 2,81 ± 0,18 3,79 ± 0,06 4,66 ± 0,16 120 1,47 ± 0,27 2,25 ± 0,17 2,94 ± 0,19 3,82 ± 0,12 4,71 ± 0,30 150 1,44 ± 0,25 2,24 ± 0,19 2,91 ± 0,20 3,77 ± 0,15 4,78 ± 0,30 180 1,40 ± 0,20 2,21 ± 0,19 2,90 ± 0,17 3,78 ± 0,16 4,68 ± 0,19 270 1,47 ± 0,21 2,23 ± 0,21 2,93 ± 0,21 3,84 ± 0,20 4,76 ± 0,28 365 1,36 ± 0,15 2,12 ± 0,13 2,80 ± 0,20 3,74 ± 0,12 4,70 ± 0,16 104 9. Anhang FAEP der Katze bei 50 dB nHL/80 dB SPL Alter [LT] Latenz [ms] PI P II P III P IV PV 16 2,81 ± 0,44 3,64 ± 0,24 4,90 ± 0,45 6,37 ± 0,39 19 2,22 ± 0,49 3,37 ± 0,25 4,28 ± 0,32 5,60 ± 0,34 7,43 ± 0,32 23 1,93 ± 0,36 3,05 ± 0,28 4,02 ± 0,37 5,23 ± 0,35 26 2,27 ± 0,41 3,08 ± 0,26 3,93 ± 0,28 5,13 ± 0,34 7,03 ± 0,25 32 2,00 ± 0,33 2,76 ± 0,19 3,61 ± 0,20 4,79 ± 0,44 6,45 ± 0,13 39 1,99 ± 0,34 2,81 ± 0,36 3,41 ± 0,24 4,48 ± 0,17 5,85 ± 0,64 46 1,68 ± 0,34 2,51 ± 0,21 3,17 ± 0,25 4,28 ± 0,24 5,51 ± 0,52 54 1,65 ± 0,36 2,41 ± 0,13 3,21 ± 0,23 4,17 ± 0,22 5,28 ± 0,59 60 1,56 ± 0,27 2,45 ± 0,12 3,20 ± 0,20 4,08 ± 0,22 5,00 ± 0,33 67 1,51 ± 0,17 2,45 ± 0,16 3,13 ± 0,23 4,11 ± 0,22 5,08 ± 0,41 75 1,64 ± 0,20 2,56 ± 0,33 3,14 ± 0,26 4,14 ± 0,21 4,88 ± 0,15 90 1,52 ± 0,14 2,37 ± 0,12 2,99 ± 0,17 4,00 ± 0,12 4,98 ± 0,28 110 1,46 ± 0,12 2,32 ± 0,09 2,93 ± 0,22 4,02 ± 0,04 4,87 ± 0,16 120 1,61 ± 0,21 2,37 ± 0,12 3,02 ± 0,15 3,95 ± 0,12 4,91 ± 0,29 150 1,55 ± 0,23 2,34 ± 0,17 3,01 ± 0,16 3,91 ± 0,14 4,93 ± 0,29 180 1,61 ± 0,16 2,38 ± 0,14 3,02 ± 0,14 3,94 ± 0,14 4,87 ± 0,25 270 1,70 ± 0,19 2,42 ± 0,17 3,08 ± 0,16 4,05 ± 0,19 5,03 ± 0,34 365 1,64 ± 0,17 2,36 ± 0,19 2,97 ± 0,21 3,91 ± 0,16 4,83 ± 0,21 ± ± 9. Anhang 105 FAEP der Katze bei 80 dB fHL Alter [LT] Latenz [ms] PI P II P III P IV PV 16 1,35 ± 0,07 2,66 ± 0,08 3,60 ± 0,00 5,02 ± 0,31 19 1,40 ± 0,19 2,50 ± 0,08 3,35 ± 0,13 4,69 ± 0,12 7,00 ± 0,49 23 1,76 ± 0,32 2,53 ± 0,10 3,45 ± 0,13 4,69 ± 0,17 6,80 ± 0,28 26 1,58 ± 0,35 2,45 ± 0,21 3,31 ± 0,20 4,48 ± 0,29 6,56 ± 0,38 32 1,47 ± 0,32 2,23 ± 0,16 3,04 ± 0,09 4,05 ± 0,13 5,97 ± 0,17 39 1,46 ± 0,26 2,17 ± 0,14 2,96 ± 0,11 3,95 ± 0,16 5,69 ± 0,19 46 1,28 ± 0,22 2,08 ± 0,14 2,86 ± 0,20 3,79 ± 0,19 5,37 ± 0,39 54 1,23 ± 0,16 2,01 ± 0,09 2,83 ± 0,05 3,62 ± 0,06 5,00 ± 0,31 60 1,16 ± 0,05 1,98 ± 0,07 2,83 ± 0,08 3,64 ± 0,10 5,03 ± 0,34 67 1,12 ± 0,04 1,96 ± 0,06 2,80 ± 0,04 3,54 ± 0,08 5,10 ± 0,44 75 1,15 ± 0,05 1,97 ± 0,04 2,79 ± 0,07 3,54 ± 0,08 4,91 ± 0,41 90 1,21 ± 0,20 1,97 ± 0,11 2,71 ± 0,07 3,48 ± 0,08 4,56 ± 0,30 110 1,17 ± 0,05 2,00 ± 0,04 2,70 ± 0,09 3,48 ± 0,07 4,44 ± 0,15 120 1,19 ± 0,14 1,95 ± 0,09 2,69 ± 0,09 3,44 ± 0,09 4,64 ± 0,38 150 1,22 ± 0,16 1,99 ± 0,15 2,69 ± 0,08 3,46 ± 0,11 4,65 ± 0,37 180 1,16 ± 0,05 1,92 ± 0,08 2,67 ± 0,09 3,40 ± 0,10 4,43 ± 0,20 270 1,19 ± 0,06 1,95 ± 0,08 2,71 ± 0,12 3,46 ± 0,16 4,48 ± 0,29 365 1,20 ± 0,06 1,94 ± 0,08 2,68 ± 0,08 3,40 ± 0,10 4,42 ± 0,11 106 9. Anhang FAEP der Katze bei 70 dB fHL Alter [LT] Latenz [ms] PI P II P III P IV PV 16 1,37 ± 0,05 2,68 ± 0,10 3,62 ± 0,19 5,18 ± 0,23 7,80 ± 0,00 19 1,61 ± 0,30 2,59 ± 0,05 3,46 ± 0,14 4,85 ± 0,20 7,21 ± 0,68 23 1,70 ± 0,38 2,53 ± 0,16 3,52 ± 0,21 4,70 ± 0,29 7,12 ± 0,27 26 1,71 ± 0,30 2,50 ± 0,19 3,35 ± 0,16 4,57 ± 0,24 6,56 ± 0,36 32 1,53 ± 0,33 2,27 ± 0,14 3,08 ± 0,11 4,12 ± 0,24 6,15 ± 0,27 39 1,44 ± 0,26 2,21 ± 0,15 3,06 ± 0,14 3,97 ± 0,20 5,83 ± 0,31 46 1,30 ± 0,23 2,12 ± 0,15 2,85 ± 0,23 3,83 ± 0,22 5,33 ± 0,48 54 1,28 ± 0,19 2,08 ± 0,11 2,81 ± 0,11 3,66 ± 0,10 4,97 ± 0,27 60 1,18 ± 0,07 2,04 ± 0,08 2,82 ± 0,12 3,65 ± 0,12 4,92 ± 0,32 67 1,17 ± 0,05 2,02 ± 0,03 2,76 ± 0,09 3,57 ± 0,08 5,05 ± 0,39 75 1,20 ± 0,00 2,03 ± 0,04 2,74 ± 0,14 3,56 ± 0,05 4,93 ± 0,44 90 1,21 ± 0,15 2,02 ± 0,08 2,72 ± 0,08 3,50 ± 0,07 4,60 ± 0,29 110 1,20 ± 0,04 2,05 ± 0,05 2,68 ± 0,11 3,56 ± 0,08 4,54 ± 0,17 120 1,23 ± 0,14 2,00 ± 0,08 2,71 ± 0,08 3,53 ± 0,08 4,69 ± 0,39 150 1,27 ± 0,14 2,04 ± 0,16 2,71 ± 0,09 3,51 ± 0,13 4,67 ± 0,36 180 1,19 ± 0,05 1,97 ± 0,07 2,68 ± 0,09 3,47 ± 0,11 4,49 ± 0,21 270 1,21 ± 0,06 2,00 ± 0,12 2,72 ± 0,13 3,52 ± 0,14 4,55 ± 0,31 365 1,21 ± 0,06 1,99 ± 0,07 2,70 ± 0,10 3,49 ± 0,10 4,53 ± 0,18 9. Anhang 107 FAEP der Katze bei 60 dB fHL Alter [LT] Latenz [ms] PI P II P III P IV PV 16 1,77 ± 0,44 2,80 ± 0,13 3,75 ± 0,18 5,38 ± 0,25 8,08 ± 0,16 19 1,80 ± 0,30 2,72 ± 0,12 3,64 ± 0,19 5,10 ± 0,25 7,31 ± 0,75 23 1,74 ± 0,48 2,60 ± 0,27 3,57 ± 0,30 4,85 ± 0,45 7,11 ± 0,37 26 1,71 ± 0,31 2,57 ± 0,20 3,49 ± 0,26 4,69 ± 0,30 6,69 ± 0,46 32 1,53 ± 0,29 2,34 ± 0,16 3,19 ± 0,15 4,26 ± 0,27 6,10 ± 0,19 39 1,48 ± 0,29 2,27 ± 0,16 3,14 ± 0,29 4,22 ± 0,48 5,86 ± 0,55 46 1,37 ± 0,27 2,22 ± 0,20 2,93 ± 0,24 3,95 ± 0,28 5,28 ± 0,60 54 1,35 ± 0,23 2,14 ± 0,11 2,85 ± 0,10 3,73 ± 0,10 4,99 ± 0,37 60 1,22 ± 0,13 2,14 ± 0,12 2,80 ± 0,13 3,74 ± 0,13 4,93 ± 0,41 67 1,21 ± 0,03 2,07 ± 0,04 2,78 ± 0,05 3,67 ± 0,11 4,88 ± 0,47 75 1,21 ± 0,03 2,08 ± 0,04 2,77 ± 0,12 3,65 ± 0,09 4,92 ± 0,51 90 1,25 ± 0,14 2,05 ± 0,06 2,76 ± 0,07 3,59 ± 0,09 4,66 ± 0,28 110 1,23 ± 0,05 2,13 ± 0,08 2,74 ± 0,12 3,69 ± 0,09 4,63 ± 0,17 120 1,31 ± 0,18 2,09 ± 0,09 2,77 ± 0,09 3,65 ± 0,09 4,74 ± 0,40 150 1,32 ± 0,16 2,11 ± 0,14 2,78 ± 0,13 3,64 ± 0,14 4,69 ± 0,30 180 1,27 ± 0,13 2,03 ± 0,07 2,72 ± 0,12 3,59 ± 0,12 4,58 ± 0,21 270 1,29 ± 0,11 2,09 ± 0,15 2,82 ± 0,18 3,67 ± 0,20 4,63 ± 0,24 365 1,26 ± 0,08 2,02 ± 0,07 2,70 ± 0,12 3,59 ± 0,12 4,63 ± 0,22 108 9. Anhang FAEP der Katze bei 50 dB fHL Alter [LT] Latenz [ms] PI P II P III P IV PV 16 2,04 ± 0,40 3,04 ± 0,14 3,97 ± 0,19 5,68 ± 0,25 8,47 ± 0,52 19 2,11 ± 0,31 2,98 ± 0,18 3,88 ± 0,17 5,36 ± 0,29 7,59 ± 0,76 23 1,95 ± 0,63 2,83 ± 0,41 3,68 ± 0,41 5,04 ± 0,49 7,48 ± 0,08 26 1,94 ± 0,46 2,81 ± 0,32 3,63 ± 0,32 4,82 ± 0,32 6,71 ± 0,46 32 1,71 ± 0,47 2,53 ± 0,30 3,36 ± 0,34 4,42 ± 0,35 6,47 ± 0,20 39 1,68 ± 0,48 2,56 ± 0,39 3,23 ± 0,40 4,42 ± 0,66 5,63 ± 0,59 46 1,52 ± 0,36 2,32 ± 0,23 3,02 ± 0,25 4,09 ± 0,30 5,41 ± 0,62 54 1,41 ± 0,24 2,21 ± 0,07 2,97 ± 0,12 3,86 ± 0,11 4,94 ± 0,40 60 1,34 ± 0,24 2,27 ± 0,16 2,99 ± 0,22 3,90 ± 0,19 4,99 ± 0,36 67 1,27 ± 0,14 2,20 ± 0,10 2,84 ± 0,12 3,79 ± 0,13 5,08 ± 0,55 75 1,30 ± 0,12 2,19 ± 0,10 2,88 ± 0,13 3,79 ± 0,09 4,76 ± 0,51 90 1,32 ± 0,14 2,17 ± 0,12 2,78 ± 0,12 3,73 ± 0,13 4,69 ± 0,27 110 1,36 ± 0,17 2,25 ± 0,15 2,87 ± 0,21 3,89 ± 0,12 4,69 ± 0,21 120 1,48 ± 0,19 2,24 ± 0,13 2,91 ± 0,12 3,80 ± 0,10 4,76 ± 0,30 150 1,45 ± 0,19 2,24 ± 0,15 2,91 ± 0,15 3,79 ± 0,16 4,83 ± 0,27 180 1,40 ± 0,21 2,20 ± 0,16 2,85 ± 0,15 3,76 ± 0,17 4,68 ± 0,23 270 1,48 ± 0,20 2,25 ± 0,19 2,92 ± 0,19 3,84 ± 0,22 4,77 ± 0,33 365 1,35 ± 0,14 2,13 ± 0,10 2,81 ± 0,17 3,72 ± 0,13 4,71 ± 0,17 9. Anhang 109 FAEP der Katze bei 40 dB fHL Alter [LT] Latenz [ms] PI P II P III P IV PV 16 2,35 ± 0,35 3,33 ± 0,14 4,22 ± 0,20 5,91 ± 0,29 9,11 ± 0,34 19 2,23 ± 0,36 3,16 ± 0,17 4,02 ± 0,19 5,48 ± 0,29 7,73 ± 0,78 23 2,04 ± 0,62 2,97 ± 0,40 3,85 ± 0,37 5,19 ± 0,44 7,60 ± 0,20 26 2,09 ± 0,45 2,94 ± 0,29 3,74 ± 0,25 4,95 ± 0,31 6,82 ± 0,36 32 1,90 ± 0,51 2,74 ± 0,31 3,53 ± 0,27 4,68 ± 0,39 6,50 ± 0,19 39 1,97 ± 0,44 2,71 ± 0,43 3,34 ± 0,50 4,55 ± 0,65 5,56 ± 0,71 46 1,64 ± 0,33 2,49 ± 0,22 3,14 ± 0,26 4,23 ± 0,23 5,52 ± 0,52 54 1,66 ± 0,27 2,35 ± 0,12 3,08 ± 0,10 4,04 ± 0,16 5,00 ± 0,43 60 1,50 ± 0,21 2,40 ± 0,16 3,14 ± 0,18 4,04 ± 0,18 5,03 ± 0,48 67 1,49 ± 0,19 2,39 ± 0,15 3,07 ± 0,20 4,01 ± 0,17 4,93 ± 0,38 75 1,55 ± 0,20 2,41 ± 0,17 3,00 ± 0,20 4,01 ± 0,17 5,05 ± 0,48 90 1,52 ± 0,12 2,29 ± 0,11 2,90 ± 0,13 3,87 ± 0,10 4,87 ± 0,32 110 1,48 ± 0,13 2,33 ± 0,09 2,97 ± 0,21 4,02 ± 0,05 4,83 ± 0,15 120 1,64 ± 0,22 2,39 ± 0,12 3,06 ± 0,15 3,95 ± 0,11 4,99 ± 0,31 150 1,60 ± 0,20 2,35 ± 0,17 3,00 ± 0,17 3,89 ± 0,14 4,95 ± 0,34 180 1,57 ± 0,19 2,34 ± 0,16 2,98 ± 0,13 3,88 ± 0,14 4,82 ± 0,24 270 1,65 ± 0,21 2,37 ± 0,20 3,02 ± 0,20 3,98 ± 0,19 4,93 ± 0,26 365 1,59 ± 0,19 2,33 ± 0,21 2,95 ± 0,18 3,88 ± 0,14 4,73 ± 0,19 110 9. Anhang FAEP der Katze bei 30 dB fHL Alter [LT] Latenz [ms] PI P II P III P IV PV 16 2,60 ± 0,36 3,53 ± 0,16 4,43 ± 0,25 6,15 ± 0,31 9,35 ± 0,49 19 2,35 ± 0,42 3,32 ± 0,19 4,21 ± 0,25 5,64 ± 0,32 7,93 ± 0,92 23 2,17 ± 0,56 3,04 ± 0,34 3,95 ± 0,34 5,29 ± 0,44 7,60 ± ### 26 2,25 ± 0,40 3,08 ± 0,27 3,84 ± 0,31 5,04 ± 0,29 6,89 ± 0,25 32 2,04 ± 0,31 2,81 ± 0,18 3,63 ± 0,18 4,81 ± 0,41 6,44 ± 0,11 39 1,86 ± 0,41 2,80 ± 0,40 3,35 ± 0,30 4,46 ± 0,23 5,57 ± 0,67 46 1,89 ± 0,34 2,64 ± 0,20 3,25 ± 0,22 4,36 ± 0,27 5,66 ± 0,50 54 1,88 ± 0,44 2,55 ± 0,25 3,32 ± 0,20 4,18 ± 0,18 5,27 ± 0,50 60 1,72 ± 0,11 2,51 ± 0,10 3,23 ± 0,27 4,09 ± 0,28 4,96 ± 0,40 67 1,58 ± 0,16 2,49 ± 0,18 3,20 ± 0,26 4,19 ± 0,18 5,80 75 1,69 ± 0,19 2,58 ± 0,14 3,23 ± 0,21 4,23 ± 0,14 5,80 90 1,58 ± 0,22 2,36 ± 0,19 3,09 ± 0,12 4,02 ± 0,06 5,10 ± 0,33 120 1,87 ± 0,22 2,49 ± 0,14 3,15 ± 0,11 4,04 ± 0,08 5,10 ± 0,35 150 1,75 ± 0,28 2,50 ± 0,11 3,11 ± 0,12 3,96 ± 0,10 5,09 ± 0,29 180 1,73 ± 0,17 2,44 ± 0,11 3,09 ± 0,13 3,98 ± 0,11 4,91 ± 0,27 270 1,79 ± 0,19 2,50 ± 0,17 3,15 ± 0,14 4,12 ± 0,17 5,18 ± 0,32 365 1,76 ± 0,13 2,41 ± 0,17 3,00 ± 0,23 3,97 ± 0,15 4,92 ± 0,22 9. Anhang 111 FAEP der Katze bei 100 dB nHL /130 dB SPL Alter [LT] Interpeaklatenz [ms] IPL 1-2 IPL 2-3 IPL 3-4 IPL 4-5 16 1,05 ± 0,37 0,98 ± 0,17 1,61 ± 0,25 2,60 ± 0,14 19 0,90 ± 0,23 0,98 ± 0,13 1,37 ± 0,17 2,26 ± 0,31 23 0,83 ± 0,25 0,96 ± 0,08 1,16 ± 0,14 2,18 ± 0,26 26 0,79 ± 0,21 0,84 ± 0,15 1,20 ± 0,18 2,07 ± 0,21 32 0,73 ± 0,20 0,78 ± 0,14 1,05 ± 0,13 1,88 ± 0,21 39 0,73 ± 0,16 0,78 ± 0,14 0,98 ± 0,14 1,75 ± 0,11 46 0,79 ± 0,10 0,82 ± 0,15 0,90 ± 0,18 1,59 ± 0,32 54 0,73 ± 0,14 0,79 ± 0,10 0,83 ± 0,05 1,52 ± 0,33 60 0,80 ± 0,08 0,87 ± 0,08 0,80 ± 0,10 1,43 ± 0,26 67 0,82 ± 0,09 0,84 ± 0,07 0,78 ± 0,10 1,52 ± 0,37 75 0,82 ± 0,06 0,85 ± 0,05 0,74 ± 0,08 1,40 ± 0,41 90 0,75 ± 0,12 0,79 ± 0,10 0,74 ± 0,10 1,14 ± 0,32 110 0,79 ± 0,08 0,81 ± 0,11 0,77 ± 0,09 1,10 ± 0,16 120 0,74 ± 0,12 0,77 ± 0,10 0,76 ± 0,10 1,18 ± 0,35 150 0,74 ± 0,11 0,76 ± 0,14 0,73 ± 0,09 1,22 ± 0,36 180 0,75 ± 0,06 0,77 ± 0,07 0,72 ± 0,10 1,04 ± 0,19 270 0,76 ± 0,07 0,76 ± 0,08 0,74 ± 0,07 1,03 ± 0,23 365 0,76 ± 0,08 0,75 ± 0,06 0,72 ± 0,11 1,03 ± 0,21 112 9. Anhang FAEP der Katze bei 90 dB nHL/120 dB SPL Alter [LT] Interpeaklatenz [ms] IPL 1-2 IPL 2-3 IPL 3-4 IPL 4-5 16 1,10 ± 0,34 0,97 ± 0,16 1,65 ± 0,26 2,65 ± 0,45 19 0,92 ± 0,25 0,94 ± 0,17 1,42 ± 0,15 2,18 ± 0,51 23 0,87 ± 0,21 1,01 ± 0,09 1,20 ± 0,13 2,18 ± 0,25 26 0,84 ± 0,16 0,90 ± 0,14 1,18 ± 0,19 2,00 ± 0,25 32 0,76 ± 0,19 0,81 ± 0,15 1,05 ± 0,23 1,97 ± 0,29 39 0,77 ± 0,13 0,83 ± 0,12 0,93 ± 0,13 1,83 ± 0,17 46 0,79 ± 0,10 0,77 ± 0,17 0,94 ± 0,20 1,57 ± 0,32 54 0,77 ± 0,15 0,75 ± 0,10 0,81 ± 0,13 1,37 ± 0,24 60 0,81 ± 0,05 0,79 ± 0,12 0,82 ± 0,16 1,37 ± 0,28 67 0,87 ± 0,06 0,77 ± 0,10 0,77 ± 0,13 1,52 ± 0,37 75 0,83 ± 0,05 0,75 ± 0,12 0,79 ± 0,11 1,41 ± 0,37 90 0,79 ± 0,08 0,73 ± 0,08 0,73 ± 0,06 1,15 ± 0,31 110 0,82 ± 0,05 0,73 ± 0,11 0,75 ± 0,12 1,00 ± 0,15 120 0,76 ± 0,11 0,74 ± 0,10 0,73 ± 0,09 1,18 ± 0,35 150 0,77 ± 0,10 0,68 ± 0,16 0,76 ± 0,08 1,18 ± 0,32 180 0,76 ± 0,05 0,75 ± 0,06 0,72 ± 0,07 1,06 ± 0,19 270 0,76 ± 0,06 0,75 ± 0,07 0,74 ± 0,08 1,07 ± 0,19 365 0,74 ± 0,06 0,75 ± 0,06 0,72 ± 0,09 1,05 ± 0,14 9. Anhang 113 FAEP der Katze bei 80 dB nHL/110 dB SPL Alter [LT] Interpeaklatenz [ms] IPL 1-2 IPL 2-3 IPL 3-4 IPL 4-5 16 0,98 ± 0,30 0,88 ± 0,14 1,71 ± 0,22 3,12 ± 0,17 19 0,94 ± 0,28 0,87 ± 0,09 1,49 ± 0,16 2,21 ± 0,61 23 0,88 ± 0,25 0,90 ± 0,20 1,38 ± 0,18 2,08 ± 0,35 26 0,89 ± 0,18 0,86 ± 0,20 1,17 ± 0,22 2,02 ± 0,32 32 0,82 ± 0,14 0,88 ± 0,10 1,04 ± 0,19 1,84 ± 0,26 39 0,80 ± 0,14 0,85 ± 0,25 1,02 ± 0,34 1,67 ± 0,42 46 0,82 ± 0,12 0,71 ± 0,15 1,00 ± 0,23 1,44 ± 0,36 54 0,74 ± 0,20 0,73 ± 0,08 0,88 ± 0,11 1,31 ± 0,20 60 0,88 ± 0,06 0,73 ± 0,10 0,90 ± 0,12 1,28 ± 0,32 67 0,85 ± 0,06 0,72 ± 0,08 0,87 ± 0,13 1,29 ± 0,34 75 0,87 ± 0,10 0,70 ± 0,11 0,87 ± 0,13 1,34 ± 0,42 90 0,80 ± 0,11 0,70 ± 0,06 0,83 ± 0,09 1,08 ± 0,31 110 0,84 ± 0,05 0,67 ± 0,09 0,83 ± 0,13 0,98 ± 0,13 120 0,78 ± 0,11 0,71 ± 0,10 0,81 ± 0,08 1,15 ± 0,33 150 0,76 ± 0,11 0,70 ± 0,14 0,79 ± 0,07 1,10 ± 0,27 180 0,78 ± 0,06 0,71 ± 0,09 0,79 ± 0,09 1,02 ± 0,19 270 0,78 ± 0,06 0,71 ± 0,07 0,83 ± 0,09 1,01 ± 0,20 365 0,77 ± 0,05 0,72 ± 0,06 0,78 ± 0,09 1,00 ± 0,16 114 9. Anhang FAEP der Katze bei 70 dB nHL/100 dB SPL Alter [LT] Interpeaklatenz [ms] IPL 1-2 IPL 2-3 IPL 3-4 IPL 4-5 16 0,94 ± 0,25 0,87 ± 0,18 1,75 ± 0,25 2,89 ± 0,36 19 0,88 ± 0,25 0,81 ± 0,13 1,54 ± 0,20 2,28 ± 0,57 23 0,91 ± 0,27 0,87 ± 0,16 1,35 ± 0,19 2,21 ± 0,47 26 0,85 ± 0,19 0,80 ± 0,12 1,23 ± 0,21 1,92 ± 0,49 32 0,81 ± 0,20 0,82 ± 0,19 1,11 ± 0,32 1,88 ± 0,57 39 0,88 ± 0,16 0,70 ± 0,17 1,21 ± 0,46 1,31 ± 0,31 46 0,87 ± 0,18 0,70 ± 0,16 1,01 ± 0,26 1,28 ± 0,52 54 0,80 ± 0,18 0,73 ± 0,15 0,92 ± 0,14 1,03 ± 0,25 60 0,89 ± 0,12 0,73 ± 0,12 0,90 ± 0,08 1,04 ± 0,32 67 0,89 ± 0,13 0,63 ± 0,10 0,95 ± 0,12 1,30 ± 0,47 75 0,88 ± 0,03 0,68 ± 0,12 0,92 ± 0,10 0,93 ± 0,24 90 0,82 ± 0,08 0,68 ± 0,08 0,87 ± 0,07 1,02 ± 0,25 110 0,87 ± 0,06 0,62 ± 0,10 0,92 ± 0,11 0,95 ± 0,12 120 0,79 ± 0,13 0,69 ± 0,10 0,87 ± 0,09 1,03 ± 0,36 150 0,81 ± 0,14 0,66 ± 0,12 0,88 ± 0,10 1,03 ± 0,29 180 0,80 ± 0,11 0,66 ± 0,11 0,91 ± 0,11 0,91 ± 0,19 270 0,81 ± 0,08 0,72 ± 0,13 0,85 ± 0,11 0,96 ± 0,18 365 0,79 ± 0,04 0,68 ± 0,10 0,88 ± 0,10 1,07 ± 0,19 9. Anhang 115 FAEP der Katze bei 60 dB nHL/90 dB SPL Alter [LT] Interpeaklatenz [ms] IPL 1-2 IPL 2-3 IPL 3-4 IPL 4-5 16 0,93 ± 0,25 0,95 ± 0,18 1,71 ± 0,27 2,50 ± 0,42 19 0,94 ± 0,25 0,88 ± 0,15 1,47 ± 0,25 2,33 ± 0,63 23 0,90 ± 0,23 0,85 ± 0,15 1,37 ± 0,15 2,11 ± 0,32 26 0,88 ± 0,21 0,76 ± 0,12 1,24 ± 0,20 1,82 ± 0,38 32 0,87 ± 0,22 0,79 ± 0,15 1,15 ± 0,30 1,67 ± 0,32 39 0,92 ± 0,24 0,60 ± 0,17 1,24 ± 0,28 1,21 ± 0,44 46 0,85 ± 0,17 0,69 ± 0,15 1,06 ± 0,26 1,31 ± 0,55 54 0,72 ± 0,28 0,74 ± 0,15 0,91 ± 0,19 1,04 ± 0,31 60 0,93 ± 0,12 0,68 ± 0,11 0,92 ± 0,09 1,00 ± 0,26 67 0,91 ± 0,10 0,70 ± 0,15 0,92 ± 0,15 1,08 ± 0,34 75 0,85 ± 0,14 0,60 ± 0,09 0,97 ± 0,12 1,05 ± 0,31 90 0,76 ± 0,23 0,66 ± 0,15 0,95 ± 0,11 0,91 ± 0,24 110 0,90 ± 0,08 0,62 ± 0,13 0,98 ± 0,18 0,87 ± 0,17 120 0,78 ± 0,20 0,68 ± 0,15 0,88 ± 0,15 0,93 ± 0,25 150 0,81 ± 0,19 0,66 ± 0,16 0,86 ± 0,14 1,02 ± 0,25 180 0,81 ± 0,17 0,68 ± 0,16 0,88 ± 0,13 0,93 ± 0,16 270 0,76 ± 0,14 0,70 ± 0,15 0,91 ± 0,15 0,93 ± 0,24 365 0,76 ± 0,09 0,68 ± 0,14 0,94 ± 0,17 0,97 ± 0,17 116 9. Anhang FAEP der Katze bei 50 dB nHL/80 dB SPL Alter [LT] Interpeaklatenz [ms] IPL 1-2 IPL 2-3 IPL 3-4 IPL 4-5 16 0,95 ± 0,28 1,21 ± 0,20 1,53 ± 0,19 19 1,12 ± 0,26 0,91 ± 0,19 1,35 ± 0,19 1,80 ± 0,26 23 1,07 ± 0,24 0,95 ± 0,21 1,32 ± 0,17 26 0,85 ± 0,21 0,82 ± 0,19 1,23 ± 0,25 1,91 ± 0,32 32 0,83 ± 0,19 0,82 ± 0,17 1,14 ± 0,34 1,52 ± 0,46 39 0,98 ± 0,25 0,68 ± 0,16 1,08 ± 0,18 1,35 ± 0,49 46 0,85 ± 0,20 0,65 ± 0,16 1,11 ± 0,22 1,24 ± 0,50 54 0,85 ± 0,25 0,77 ± 0,12 0,91 ± 0,12 1,13 ± 0,36 60 0,88 ± 0,18 0,75 ± 0,15 0,88 ± 0,11 0,98 ± 0,14 67 0,95 ± 0,10 0,68 ± 0,16 0,98 ± 0,17 1,08 ± 0,29 75 0,84 ± 0,12 0,59 ± 0,17 1,00 ± 0,10 0,96 ± 0,17 90 0,84 ± 0,11 0,62 ± 0,12 1,01 ± 0,18 0,97 ± 0,24 110 0,86 ± 0,11 0,61 ± 0,20 1,09 ± 0,23 0,85 ± 0,19 120 0,76 ± 0,17 0,64 ± 0,16 0,93 ± 0,15 0,98 ± 0,23 150 0,81 ± 0,22 0,67 ± 0,16 0,90 ± 0,17 1,15 ± 0,76 180 0,77 ± 0,19 0,64 ± 0,14 0,92 ± 0,15 0,94 ± 0,22 270 0,72 ± 0,18 0,66 ± 0,14 0,97 ± 0,15 0,99 ± 0,20 365 0,73 ± 0,17 0,61 ± 0,17 0,95 ± 0,15 0,91 ± 0,18 9. Anhang 117 FAEP der Katze bei 100 dB nHL /130 dB SPL Alter [LT] Interpeaklatenz [ms] IPL 1-2 IPL 1-3 IPL 1-4 IPL 1-5 16 1,05 ± 0,37 2,03 ± 0,33 3,64 ± 0,32 6,22 ± 0,36 19 0,90 ± 0,23 1,87 ± 0,22 3,24 ± 0,20 5,46 ± 0,43 23 0,83 ± 0,25 1,79 ± 0,25 2,95 ± 0,19 5,07 ± 0,23 26 0,79 ± 0,21 1,63 ± 0,26 2,83 ± 0,19 4,87 ± 0,26 32 0,73 ± 0,20 1,52 ± 0,27 2,57 ± 0,21 4,45 ± 0,33 39 0,73 ± 0,16 1,51 ± 0,23 2,49 ± 0,15 4,24 ± 0,14 46 0,79 ± 0,10 1,60 ± 0,19 2,50 ± 0,15 4,09 ± 0,29 54 0,73 ± 0,14 1,52 ± 0,22 2,35 ± 0,21 3,87 ± 0,32 60 0,80 ± 0,08 1,66 ± 0,08 2,46 ± 0,09 3,89 ± 0,30 67 0,82 ± 0,09 1,67 ± 0,07 2,44 ± 0,08 3,97 ± 0,42 75 0,82 ± 0,06 1,68 ± 0,06 2,42 ± 0,07 3,82 ± 0,43 90 0,75 ± 0,12 1,54 ± 0,19 2,28 ± 0,15 3,42 ± 0,38 110 0,79 ± 0,08 1,60 ± 0,09 2,37 ± 0,07 3,47 ± 0,17 120 0,74 ± 0,12 1,52 ± 0,14 2,28 ± 0,15 3,45 ± 0,36 150 0,74 ± 0,11 1,50 ± 0,16 2,23 ± 0,15 3,45 ± 0,33 180 0,75 ± 0,06 1,52 ± 0,07 2,25 ± 0,08 3,29 ± 0,19 270 0,76 ± 0,07 1,52 ± 0,09 2,26 ± 0,14 3,30 ± 0,30 365 0,76 ± 0,08 1,51 ± 0,06 2,22 ± 0,10 3,25 ± 0,18 118 9. Anhang FAEP der Katze bei 90 dB nHL/120 dB SPL Alter [LT] Interpeaklatenz [ms] IPL 1-2 IPL 1-3 IPL 1-4 IPL 1-5 16 1,10 ± 0,34 2,06 ± 0,32 3,71 ± 0,31 6,39 ± 0,52 19 0,92 ± 0,25 1,86 ± 0,18 3,28 ± 0,21 5,37 ± 0,68 23 0,87 ± 0,21 1,88 ± 0,20 3,08 ± 0,11 5,22 ± 0,28 26 0,84 ± 0,16 1,74 ± 0,18 2,93 ± 0,16 4,91 ± 0,27 32 0,76 ± 0,19 1,57 ± 0,27 2,61 ± 0,16 4,58 ± 0,33 39 0,77 ± 0,13 1,60 ± 0,20 2,53 ± 0,15 4,36 ± 0,14 46 0,79 ± 0,10 1,56 ± 0,21 2,50 ± 0,16 4,07 ± 0,28 54 0,77 ± 0,15 1,52 ± 0,20 2,33 ± 0,23 3,70 ± 0,26 60 0,81 ± 0,05 1,60 ± 0,12 2,42 ± 0,10 3,78 ± 0,31 67 0,87 ± 0,06 1,64 ± 0,09 2,41 ± 0,09 3,93 ± 0,42 75 0,83 ± 0,05 1,58 ± 0,13 2,37 ± 0,08 3,78 ± 0,42 90 0,79 ± 0,08 1,52 ± 0,14 2,25 ± 0,13 3,40 ± 0,34 110 0,82 ± 0,05 1,55 ± 0,12 2,30 ± 0,06 3,29 ± 0,15 120 0,76 ± 0,11 1,51 ± 0,15 2,24 ± 0,15 3,41 ± 0,35 150 0,77 ± 0,10 1,46 ± 0,16 2,21 ± 0,17 3,39 ± 0,29 180 0,76 ± 0,05 1,51 ± 0,06 2,23 ± 0,08 3,29 ± 0,22 270 0,76 ± 0,06 1,51 ± 0,08 2,25 ± 0,12 3,31 ± 0,28 365 0,74 ± 0,06 1,49 ± 0,07 2,21 ± 0,10 3,25 ± 0,13 9. Anhang 119 FAEP der Katze bei 80 dB nHL/110 dB SPL Alter [LT] Interpeaklatenz [ms] IPL 1-2 IPL 1-3 IPL 1-4 IPL 1-5 16 0,98 ± 0,30 1,86 ± 0,25 3,60 ± 0,35 6,63 ± 0,43 19 0,94 ± 0,28 1,81 ± 0,24 3,30 ± 0,25 5,40 ± 0,70 23 0,88 ± 0,25 1,78 ± 0,30 3,16 ± 0,19 5,22 ± 0,54 26 0,89 ± 0,18 1,76 ± 0,27 2,93 ± 0,24 4,91 ± 0,44 32 0,82 ± 0,14 1,69 ± 0,18 2,73 ± 0,16 4,56 ± 0,21 39 0,80 ± 0,14 1,65 ± 0,27 2,67 ± 0,34 4,33 ± 0,30 46 0,82 ± 0,12 1,53 ± 0,20 2,53 ± 0,24 3,97 ± 0,32 54 0,74 ± 0,20 1,47 ± 0,21 2,35 ± 0,21 3,66 ± 0,26 60 0,88 ± 0,06 1,61 ± 0,08 2,51 ± 0,11 3,78 ± 0,40 67 0,85 ± 0,06 1,58 ± 0,08 2,45 ± 0,13 3,73 ± 0,44 75 0,87 ± 0,10 1,57 ± 0,14 2,43 ± 0,13 3,77 ± 0,54 90 0,80 ± 0,11 1,50 ± 0,12 2,33 ± 0,14 3,42 ± 0,33 110 0,84 ± 0,05 1,51 ± 0,12 2,34 ± 0,06 3,32 ± 0,16 120 0,78 ± 0,11 1,49 ± 0,15 2,29 ± 0,13 3,46 ± 0,38 150 0,76 ± 0,11 1,45 ± 0,16 2,23 ± 0,17 3,35 ± 0,32 180 0,78 ± 0,06 1,48 ± 0,10 2,28 ± 0,09 3,30 ± 0,22 270 0,78 ± 0,06 1,48 ± 0,10 2,31 ± 0,12 3,32 ± 0,25 365 0,77 ± 0,05 1,49 ± 0,09 2,27 ± 0,11 3,27 ± 0,19 120 9. Anhang FAEP der Katze bei 70 dB nHL/100 dB SPL Alter [LT] Interpeaklatenz [ms] IPL 1-2 IPL 1-3 IPL 1-4 IPL 1-5 16 0,94 ± 0,25 1,81 ± 0,20 3,63 ± 0,25 6,57 ± 0,58 19 0,88 ± 0,25 1,69 ± 0,21 3,23 ± 0,31 5,39 ± 0,76 23 0,91 ± 0,27 1,77 ± 0,34 3,13 ± 0,27 5,37 ± 0,74 26 0,85 ± 0,19 1,64 ± 0,24 2,89 ± 0,28 4,73 ± 0,59 32 0,81 ± 0,20 1,63 ± 0,21 2,74 ± 0,31 4,57 ± 0,54 39 0,88 ± 0,16 1,58 ± 0,28 2,79 ± 0,45 4,08 ± 0,45 46 0,87 ± 0,18 1,54 ± 0,27 2,55 ± 0,35 3,85 ± 0,47 54 0,80 ± 0,18 1,53 ± 0,24 2,45 ± 0,21 3,46 ± 0,27 60 0,89 ± 0,12 1,63 ± 0,14 2,52 ± 0,11 3,55 ± 0,34 67 0,89 ± 0,13 1,52 ± 0,19 2,47 ± 0,16 3,78 ± 0,55 75 0,88 ± 0,03 1,55 ± 0,11 2,48 ± 0,08 3,29 ± 0,07 90 0,82 ± 0,08 1,49 ± 0,14 2,37 ± 0,14 3,39 ± 0,31 110 0,87 ± 0,06 1,49 ± 0,12 2,41 ± 0,07 3,36 ± 0,15 120 0,79 ± 0,13 1,46 ± 0,14 2,33 ± 0,14 3,39 ± 0,37 150 0,81 ± 0,14 1,47 ± 0,17 2,34 ± 0,20 3,38 ± 0,31 180 0,80 ± 0,11 1,46 ± 0,13 2,36 ± 0,13 3,27 ± 0,23 270 0,81 ± 0,08 1,53 ± 0,15 2,38 ± 0,14 3,34 ± 0,23 365 0,79 ± 0,04 1,47 ± 0,11 2,35 ± 0,11 3,42 ± 0,18 9. Anhang 121 FAEP der Katze bei 60 dB nHL/90 dB SPL Alter [LT] Interpeaklatenz [ms] IPL 1-2 IPL 1-3 IPL 1-4 IPL 1-5 16 0,93 ± 0,25 1,88 ± 0,24 3,69 ± 0,16 6,25 ± 0,64 19 0,94 ± 0,25 1,83 ± 0,21 3,31 ± 0,32 5,50 ± 0,81 23 0,90 ± 0,23 1,75 ± 0,26 3,12 ± 0,19 5,25 ± 0,44 26 0,88 ± 0,21 1,63 ± 0,23 2,87 ± 0,26 4,60 ± 0,53 32 0,87 ± 0,22 1,63 ± 0,29 2,81 ± 0,27 4,37 ± 0,27 39 0,92 ± 0,24 1,57 ± 0,33 2,77 ± 0,44 3,19 ± 2,46 46 0,85 ± 0,17 1,54 ± 0,21 2,59 ± 0,34 3,89 ± 0,48 54 0,72 ± 0,28 1,47 ± 0,32 2,37 ± 0,31 3,47 ± 0,44 60 0,93 ± 0,12 1,61 ± 0,18 2,53 ± 0,12 3,54 ± 0,31 67 0,91 ± 0,10 1,60 ± 0,21 2,53 ± 0,12 3,73 ± 0,51 75 0,85 ± 0,14 1,44 ± 0,12 2,41 ± 0,15 3,34 ± 0,31 90 0,76 ± 0,23 1,42 ± 0,20 2,37 ± 0,18 3,29 ± 0,39 110 0,90 ± 0,08 1,53 ± 0,15 2,51 ± 0,11 3,38 ± 0,22 120 0,78 ± 0,20 1,45 ± 0,22 2,34 ± 0,22 3,26 ± 0,28 150 0,81 ± 0,19 1,48 ± 0,21 2,33 ± 0,26 3,34 ± 0,31 180 0,81 ± 0,17 1,48 ± 0,20 2,36 ± 0,18 3,15 ± 0,91 270 0,76 ± 0,14 1,46 ± 0,21 2,37 ± 0,21 3,29 ± 0,28 365 0,76 ± 0,09 1,44 ± 0,19 2,38 ± 0,14 3,34 ± 0,21 122 9. Anhang FAEP der Katze bei 50 dB nHL/80 dB SPL Alter [LT] Interpeaklatenz [ms] IPL 1-2 IPL 1-3 IPL 1-4 IPL 1-5 16 0,95 ± 0,28 2,11 ± 0,23 3,79 ± 0,06 #### ± #### 19 1,12 ± 0,26 1,98 ± 0,32 3,35 ± 0,34 4,97 ± 0,21 23 1,07 ± 0,24 1,90 ± 0,21 3,27 ± 0,16 #### ± #### 26 0,85 ± 0,21 1,66 ± 0,29 2,93 ± 0,26 4,83 ± 0,53 32 0,83 ± 0,19 1,64 ± 0,19 2,84 ± 0,33 4,33 ± 0,15 39 0,98 ± 0,25 1,48 ± 0,11 2,69 ± 0,20 4,75 ± 0,92 46 0,85 ± 0,20 1,49 ± 0,25 2,60 ± 0,30 3,83 ± 0,53 54 0,85 ± 0,25 1,58 ± 0,26 2,48 ± 0,28 3,63 ± 0,17 60 0,88 ± 0,18 1,65 ± 0,25 2,56 ± 0,19 3,59 ± 0,18 67 0,95 ± 0,10 1,63 ± 0,18 2,61 ± 0,15 3,64 ± 0,27 75 0,84 ± 0,12 1,46 ± 0,15 2,48 ± 0,15 3,37 ± 0,21 90 0,84 ± 0,11 1,45 ± 0,17 2,47 ± 0,18 3,49 ± 0,29 110 0,86 ± 0,11 1,45 ± 0,22 2,56 ± 0,11 3,43 ± 0,22 120 0,76 ± 0,17 1,39 ± 0,20 2,33 ± 0,22 3,29 ± 0,31 150 0,81 ± 0,22 1,46 ± 0,23 2,37 ± 0,29 3,39 ± 0,41 180 0,77 ± 0,19 1,40 ± 0,19 2,32 ± 0,21 3,26 ± 0,34 270 0,72 ± 0,18 1,37 ± 0,23 2,34 ± 0,23 3,32 ± 0,36 365 0,73 ± 0,17 1,33 ± 0,19 2,28 ± 0,18 3,20 ± 0,26 9. Anhang 123 FAEP der Katze bei 100 dB nHL bis 50 dB nHL Alter [LT] Amplitude Potential IV [µV] 100 90 80 70 60 50 11 2,19 ± 1,33 1,86 ± 1,19 1,65 ± 0,99 1,57 ± 0,94 1,06 ± 0,57 0,50 ± 0,12 16 4,36 ± 1,46 3,73 ± 1,04 2,91 ± 0,89 2,70 ± 0,89 1,44 ± 0,45 0,78 ± 0,39 19 3,39 ± 1,67 2,67 ± 1,37 2,23 ± 0,94 1,88 ± 0,88 1,31 ± 0,75 0,88 ± 0,37 23 5,35 ± 0,77 3,88 ± 0,71 3,19 ± 0,70 2,81 ± 0,70 1,99 ± 0,47 0,89 ± 0,29 26 5,01 ± 1,73 3,82 ± 1,26 3,12 ± 1,01 2,63 ± 1,03 1,97 ± 0,75 1,15 ± 0,66 32 6,34 ± 1,70 5,03 ± 1,83 2,70 ± 1,34 2,34 ± 0,62 1,68 ± 0,55 0,91 ± 0,43 39 5,98 ± 1,08 4,23 ± 1,38 2,86 ± 1,17 2,62 ± 0,60 1,86 ± 0,53 1,17 ± 0,41 46 5,95 ± 1,44 4,59 ± 1,77 3,22 ± 1,14 2,70 ± 0,63 1,98 ± 0,45 1,28 ± 0,51 54 6,85 ± 1,10 5,67 ± 1,35 4,25 ± 0,93 3,35 ± 0,58 2,51 ± 0,67 1,51 ± 0,35 60 6,98 ± 1,62 6,40 ± 1,88 4,63 ± 1,11 3,38 ± 0,86 2,51 ± 0,64 1,55 ± 0,35 67 6,69 ± 1,10 6,63 ± 1,48 5,48 ± 0,86 3,53 ± 1,02 2,23 ± 0,72 1,48 ± 0,34 75 5,92 ± 1,30 5,56 ± 1,65 4,55 ± 1,34 3,73 ± 0,86 2,10 ± 0,90 1,43 ± 0,55 90 6,37 ± 1,32 6,45 ± 1,48 5,14 ± 1,22 3,90 ± 1,04 2,06 ± 0,55 1,38 ± 0,30 110 5,51 ± 0,94 5,87 ± 1,53 5,53 ± 1,43 4,45 ± 1,22 2,41 ± 0,86 1,29 ± 0,35 120 5,47 ± 1,73 6,63 ± 2,31 5,27 ± 1,31 4,15 ± 1,04 2,15 ± 0,61 1,27 ± 0,34 150 5,12 ± 2,02 6,38 ± 2,18 5,64 ± 1,54 4,60 ± 1,27 2,29 ± 0,74 1,20 ± 0,38 180 4,06 ± 1,21 5,29 ± 1,61 4,94 ± 2,00 4,05 ± 1,43 1,92 ± 0,50 0,92 ± 0,30 270 4,58 ± 1,76 5,15 ± 1,78 4,38 ± 1,50 3,45 ± 1,16 1,57 ± 0,79 0,90 ± 0,46 365 4,00 ± 1,96 6,78 ± 2,58 6,82 ± 1,95 5,52 ± 1,56 3,27 ± 1,32 1,13 ± 0,41 Danksagung Herrn Prof. Dr. Th. Lenarz und Herrn Prof. Dr. I. Nolte danke ich für die Überlassung des Themas und für ihre freundliche Betreuung während der Anfertigung der Arbeit. Bei Herr Dr. G. Reuter möchte ich mich herzlich für die freundschaftliche Betreuung, seinen ausdauerndes Engagement und sein aufmunterndes Schulterklopfen bedanken. Herrn Prof. Dr. H.-J. Hedrich sei für die Erlaubnis zum Einsatz des ERA-Meßgerätes in den Räumlichkeiten des zentralen Tierlaboratoriums und seine Großzügigkeit gedankt. Weiterhin bedanke ich mich bei Frau Prof. Dr. S.-S. Schäfer für die gute interdisziplinäre Zusammenarbeit und die Kooperation bei der Durchführung der Messungen. Für die Einweisung in die Meßapparatur und die Unterstützung bei den Veröffentlichungen sowie für die gute Zusammenarbeit möchte ich mich recht herzlich bei Dr. S.-M. Cords bedanken. Den Kollegen Dres. A. Engelke, G. Gassner und I. Stefan danke ich sehr für ihren Einsatz bei den ERA-Messungen in der Klinik für Kleine Haustiere. Frau Rosemarie Mörstedt sei herzlich für ihre freundschaftliche Unterstützung und ihren aufopferungsvollen Einsatz für die Katzen gedankt. Meiner Familie danke ich für ihre Geduld und ihr Vertrauen.