Ebio Mastermodule 2015-16 - Lehrstuhl für Entwicklungsbiologie
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Entwicklungsbiologie Master-Module (bzw. 9 + 3) Entwicklungsbiologie Master-Module Evolution von Musterbildung und Gametogenese Block 3 • Mikroinjektion von Tribolium-Embryonen zur Proteinlokalisierung und Mutantenerzeugung (Klingler) Ebio I • Untersuchungen zur Herz- und Muskelentwicklung mit Hilfe von Drosophila Mutanten (Reim) • Keimbahnstammzellen bei Insekten (Rübsam) Computersimulation für embryonale Musterbildung Block Ebio III • Computersimulationen zur embryonalen Musterbildung (Klingler) 5 Gewebsdifferenzierung & Organogenese • Charakterisierung Muskelsubtyp-spezifisch exprimierter Gene (Frasch) Block 7 Ebio II • Untersuchungen zur Herz- und Muskelentwicklung mit Hilfe von Drosophila Mutanten (Reim) • Charakterisierung von frühembryonalen Phänotypen aus dem genomweiten RNAi Screen in Tribolium (Schoppmeier) • Neue Regulatoren des Wnt/β-Catenin Signalwegs in der Organogenese von Xenopus (Schambony) Module I & II Ablauf In Lehrstuhl-Laboren in Kleingruppen (2-4 Studenten pro Gruppe) Ø Ø 1.- 3. Woche: Praktische Arbeiten, parallel dazu Seminare ü 20-minütiger Seminarvortrag (Journal-Artikel, Englisch) ü Führen eines Laborhefts 4. Woche: Abfassen des Protokolls (max. 10 Seiten plus Abb.) Vorbereitung auf Prüfung Ø Prüfung: 30 min (10 min Projektvorstellung + 20 min Diskussion) Einzelprüfung mit Betreuer + 1 weiteren Dozenten Prüfungsnote => Modulnote Modul III: Computer-basiertes Arbeiten Methoden & Techniken am Lehrstuhl u. in Modulen Modellsysteme: - Insekten (Drosophila, Tribolium) - Vertebraten (Xenopus) Molekularbiologie: - z.B.: PCR/inverse PCR/RT-PCR - DNA-Klonierung, Generieren von Antikörpern mithilfe bakterieller Proteinexpression, in vitro Transkription (Herstellung markierter RNA-Proben und dsRNAs für RNAi) Bildgebung: - Fluoreszenz-Mikroskopie, Apotom (“structured illumination microscopy”), konfokale Laserscanning-Mikroskopie - Immunhistochemie, in situ Hybridisierung, Lebendbeobachtung mit GFP & RFP - Elektronenmikroskopie Genetik: - Mutagenese-Screens (chemisch, Transposons,Defizienzen) - RNA-Interferenz (incl. Screens), Morpholino-vermittelte GenInaktivierung, CRISPR/Cas Genom-Editing - transgene Techniken (Reporter-Analyse, GAL4/UAS-vermittelte ektopische Expression, Flippase-vermittelte Expression bzw. Mutation in Zellklonen Genomik: - Transkriptomik (Next-Generation Sequencing) - in silico-Identifizierung von TranskriptionsfaktorBindungsstellen & Ziel-Enhancern Mikromanipulation: - Embryo-Injektion von dsRNA, Morpholinos, und TransgenKonstrukten EBio Master Modul I Musterbildung und Gametogenese Klingler, Rübsam, Reim Block 11.01.2016 – 05.02.2016 Teilnehmerzahl: maximal 12 (10 + 2 ILS) Nach Platzerhalt können Präferenzen für Arbeitsgruppen angegeben werden (Email mit 1. und 2. Präferenz an Dr. Reim: [email protected]) Weitere Informationen bei den Dozenten EntwBio I (Klingler): 11.Jan. – 5.Febr. 2016 Lernziel: Mikroinjektion erlernen mit folgenden Anwendungen: FP mRNAs • transiente Expression in Embryonen • knock-down mittels systemischer RNAi • Genome Editing via CRISPR-System (plus: - in vitro Transkription - konfokale Mikroskopie - Mikrosopie mittels "structured illumination" (Apotom) Wildtyp gcl Mastermodul-Projekt (Ralph Rübsam) Hat der Notch-Signalweg eine Funktion beim Erhalt der Keimbahnstammzellen im Ovar von Nasonia vitripennis? Funktionelle Techniken: • Systemische RNAi: Mikroinjektion von Notch-, Delta- & Serrate dsRNA in Nasonia-Weibchen • Pharmakologische Inhibition mittels Mikroinjektion eines spezifischen Inhibitors des Notch-Signalwegs Morphologische Techniken: - Antikörperfärbungen - in situ – Hybridisierung - Ultrastrukturelle Histologie (TransmissionsElektronenmikroskopie) Email: [email protected] Teilprojekt: Untersuchungen zur Herz- und Muskelentwicklung mit Hilfe von Drosophila Mutanten Dozent: Dr. Ingolf Reim Herz Kardiomyozyten Fragestellungen: • Welche Gene und Mechanismen sind für die Anlage und Differenzierung von Herz- und Muskelzellen nötig? Pericardialzellen • Ausgewählte Mutanten aus einem EMS-Screen sollen phänotypisch und molekular charakterisiert werden Methoden: Somatische Muskulatur • Analyse von Phänotypen: GFP- und RFP-Reporter in lebenden Embryonen Färbungen durch Antikörper oder in situ-Hybridisierung Bildaufnahme mit modernen Mikroskopen (”Apotome” und Konfokales Laser-Scanning-Mikroskop; time-lapse imaging) Darmmuskulatur longitudinal VM • Genetische Arbeiten mit Drosophila: Komplementations-Kreuzungen Gen knock-down mittels anti-GFP-Nanobody circular VM • molekulare Arbeiten zur Identifizierung von Mutationen (Isolierung von DNA, PCR, Sequenzanalyse) x Embryo mit gewebespezifisch exprimiertem GFP + RFP Master-Modul II Gewebsdifferenzierung und Organogenese Frasch, Reim, Schoppmeier, Schambony Block7: 02.05.2016 – 27.05.2016 Teilnehmerzahl: Maximal 9 + 3 ILS Nach Platzerhalt können Präferenzen für bestimmte Arbeitsgruppe(n) angegeben werden (Email mit 1. und 2. Präferenz an Dr. Reim: [email protected]) Weitere Informationen bei den Dozenten ProjektFrasch(Mitbetreuer:Dr.ChristophSchaub): CharakterisierungMuskelsubtyp-spezifischexprimierterGene: AnalysederenembryonalerExpressionundpotenGellerFunkGon Beispiel Darm- muskulatur Beispiel SkeleT- muskulatur Fragestellung: WelcheFunkGonenhabenGene,diespezifischinden“grünen”,abernichtin den“roten”Muskeln(u.derenVorläufer)exprimiertsind? Ziele, Aufgaben, Techniken ExpressionsanalyseninEmbryonen: insituHybridisierung,An0körperfärbungen FunkGonelleAnalyseninEmbryonen,Larvenu.Fliegen: RNAInterference,Mutanten-/Defizienz-Phänotypen, Fluoreszenmikroskopie,konfokalesLaserscanningMikroskop Genanalysen: Datenbank-u.Literatur-Recherchen [email protected] Teilprojekt: Untersuchungen zur Herz- und Muskelentwicklung mit Hilfe von Drosophila Mutanten Dozent: Dr. Ingolf Reim Herz Kardiomyozyten Fragestellungen: • Welche Gene und Mechanismen sind für die Anlage und Differenzierung von Herz- und Muskelzellen nötig? Pericardialzellen • Ausgewählte Mutanten aus einem EMS-Screen sollen phänotypisch und molekular charakterisiert werden Methoden: Somatische Muskulatur • Analyse von Phänotypen: GFP- und RFP-Reporter in lebenden Embryonen Färbungen durch Antikörper oder in situ-Hybridisierung Bildaufnahme mit modernen Mikroskopen (”Apotome” und Konfokales Laser-Scanning-Mikroskop; time-lapse imaging) Darmmuskulatur longitudinal VM • Genetische Arbeiten mit Drosophila: Komplementations-Kreuzungen Gen knock-down mittels anti-GFP-Nanobody circular VM • molekulare Arbeiten zur Identifizierung von Mutationen (Isolierung von DNA, PCR, Sequenzanalyse) x Embryo mit gewebespezifisch exprimiertem GFP + RFP MaternaleSystemeinderInsektenentwicklung: CharakterisierungfrühembryonalerPhänotypenausdemlargescaleRNAiScreen MichaelSchoppmeier([email protected]) IneinenRNAiScreenwurdengut6000GenedesMehlkäfersTriboliumaufFunk8onenin EmbryogeneseundMetamorphosehinuntersucht. IhreAufgabewirdessein,frühembryonalePhänotypenausdemgenomweitenRNAimiKels verschiedenerMarkerzucharakterisieren Fragen: • wannundwiewerdendieembryonalenAchsendefiniert? • wieerfolgtdieEinteilungdesEmbryosinverschiedene Regionen(Kopf,ThoraxoderAbdomen) • wiewerdenZellschicksalenunterschieden? • wiewirddassekundäreWachstumreguliert Methoden: • SyntheseundMikroinjek8on verschiedenerdsRNAs • DarstellungderlarvalenKu8kula • Darstellungderembryonalen Morphologie • MarkerGenExpression(In-Situ Hybridisierung) • Dokumenta8onmiKelsverschiedener mikroskopischerTechniken EBIO Master Modul II: Gewebsdifferenzierung und Organogenese Teilprojekt: Neue Regulatoren des Wnt / β-catenin Signalwegs in Xenopus laevis Betreuer: Alexandra Schambony [email protected] Fragestellung: Welchen Einfluss / Funktion haben die Regulatoren von Wntuninjected control Signalwegen in der Organogenese und Differenzierung in Xenopus? Sind die Proteine und ihre Funktion konserviert? C38 MO Modellsysteme: Xenopus Embryonen, pluripotente embryonale Stammzellen Uninjected side C38 MO Techniken: C38 RNA CNS Embryologische Methoden molekularbiologische Methoden DKK1 MO Phylogenetische Analysen Anterior CNS (forebrain) Injected side C38 MO + LacZ Master-Modul III Computersimulation zur embryonalen Musterbildung Klingler Block 5: 07.03.2016 – 01.04.2016 Teilnehmerzahl: Maximal 10 (MZB + ILS) Weitere Informationen bei dem Dozenten: [email protected] EntwBio III (Klingler), 7.März -1.April 2016: Computersimulationen zur embryonalen Musterbildung Lernziel: vom biochemischen Modell -> mathematische Formulierung -> austesten am PC für Rückfragen: [email protected] oder Tel 85-28065
