Ingenieurtechnische Besonderheiten bei der

Methoden
at 11/2011
Ingenieurtechnische Besonderheiten
bei der automatischen Handhabung
von biologischen Organismen
Special Technical Requirements in Automated Handling and Microscopy
of Living Organisms
Christian Pylatiuk, Alexander Pfriem, Urban Liebel, Stefan Schulz, Georg Bretthauer,
Karlsruher Institut für Technologie (KIT)
Zusammenfassung Der Zebrabärbling hat sich als Modellorganismus in der Erforschung der Embryonalentwicklung
und für toxikologische Untersuchungen etabliert. Automatisches Handhaben und Mikroskopieren von lebenden Objekten
ist dabei in allen Prozessschritten nötig. Hierfür wurden in
den letzten Jahren verschiedene Roboter entwickelt. Die Einflüsse von abiotischen Stressfaktoren auf die Embryonalentwicklung von Zebrafischen, wie z. B. mechanische Belastungen
beim Handhaben oder die Bestrahlung mit hellem Weißlicht
während des Mikroskopiervorgangs wurden in der vorliegenden Studie erstmals evaluiert. Summary Zebrafish
were established as model organisms for biological studies
of embryonic development and toxicology testing. Automated
manipulation and microscopy of living organisms is needed
in all process steps and several new robots have been developed in the last years. The impact of abiotic stress factors
like low and high ambient temperatures on zebrafish embryo
development have been quantified thoroughly in the past.
However, very little is known about the impact of mechanical stress or irradiation with artficial bright daylight that
occurs during manipulation and microscopy of living organisms.
In this study no evidence was found for a negative impact
of bright white light on zebrafish embryo development. Additionally the maximum pressure was evaluated to fixate an
zebrafish egg with a vacuum gripper without doing harm to the
chorion.
Schlagwörter Abiotischer Stress, Zebrafisch, mechanischer Stress, Beleuchtung, Embryonalentwicklung
Keywords Abiotic stress, zebrafish, mechanical stress, irradiation, embryo development
1 Einleitung
1.1 Der Zebrafish als Modellorganismus
für biologische Experimente
In den letzten Jahren hat sich der Zebrabärbling (Danio rerio) als biologischer Modellorganismus in der
Genetik und Toxikologie etabliert [1–3]. Folgende Eigenschaften qualifizieren den Zebrafisch gegenüber anderen
Modellorganismen: Die Embryonen sind bis in frühe
692
Larvenstadien transparent wodurch Vorgänge im Inneren der Larven lichtmikroskopisch beobachtbar sind. Die
Haltung der Fische ist relativ einfach und ein Weibchen
kann bis zu 300 Eier pro Tag bis zu 4 Mal pro Woche ablaichen. Die Organe entwickeln sich schnell und bereits
48 h nach der Befruchtung schlüpfen die Larven. Schließlich lassen sich auch die entwicklungsbiologischen und
toxikologischen Erkenntnisse auf den Menschen übertra-
at – Automatisierungstechnik 59 (2011) 11 / DOI 10.1524/auto.2011.0959 © Oldenbourg Wissenschaftsverlag
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weitere Entwicklung nicht gestört wird, sodass eine Beeinflussung des biologischen Experiments ausgeschlossen
werden kann.
1.2 Abiotischer Stress
Bild 1 Beispiele für Zebrafische: A: lebendiges Ei, 24 Stunden nach der
Befruchtung (24 hpf = hours post fertilationem), B: koagulieres (totes)
Ei, C: geschlüpfte Larve, 60 hpf.
gen. In Deutschland hat z. B. der Zebrafisch-Test seit dem
Jahr 2005 traditionelle Tests zur toxikologischen Untersuchung der Wasserqualität abgelöst [3]. Beispiele für
lebendige und tote Zebrafischlarven sind in Bild 1 gegeben.
Die meisten biologischen Experimente weisen einen
sehr geringen Grad an Automatisierung auf und die
Teilschritte werden selbst dann manuell durchgeführt,
wenn ein Probenumfang von > 1000 Organismen untersucht werden soll. Die einzelnen Teilschritte bis zum
Start des eigentlichen Experiments bestehen aus dem
Verpaaren von Fischen, dem Sortieren des benötigten
biologischen Materials und dem Pipettieren in Mikrotiterplatten mit 96 oder 384 Näpfchen [4]. Nach dem
eigentlichen Experiment (Manipulation der Organismen)
wird das biologische Material in definierten Zeitabständen mikroskopiert, wofür teilautomatisierte Mikroskope
wie z. B. das ScanˆR von Olympus oder das TCS LSI
von Leica Microsystems zur Verfügung stehen. Vor allem
das stundenlange manuelle Pipettieren von Fischeiern
oder Larven in Mikrotiterplatten ist ein monotoner Prozess, der fehleranfällig ist [5]. Eine Automatisierung
dieses Teilschritts der Prozesskette kann die Präzision
und Zuverlässigkeit erhöhen und technische Assistenten von einem monotonen Arbeitsprozess entlasten. Erste
Roboter, die Zebrafischeier in 96er Mikrotiterplatten pipettieren können, wie z. B. das COPASTMXL System
von Union Biometrica Inc [6], der ZebraFactor aus
dem Centre Suisse d’Electronique et de Microtechnique
(CSEM), Lausanne [5], der Fischeisortierer der Oregon
State University [7] und der Fischsortierer des Karlsruher
Instituts für Technologie [4] wurden in den letzten Jahren entwickelt. Zudem existieren seit den 1960er Jahren
vergleichbare Systeme für das Sortieren von einzelnen
Zellen oder Zellverbänden [8] und weitere Systeme, die
eine automatisierte Manipulation wie z. B. eine Injektion
in ein Zebrafischei ermöglichen [9–11]. Allerdings muss
gewährleistet sein, dass die Automatisierungstechnik dem
biologischen Organismus keinen Schaden zufügt und die
Abiotischer Stress ist gemäß [12] definiert als „negativer Einfluss von chemischen oder physikalischen
Faktoren auf einen lebenden Organismus in einem spezifischem Milieu“. Der Stressor muss dabei biologische
Parameter in einem signifikanten Maß verändern [13].
Konkret bedeutet dies, dass unphysiologische Temperatur, Strahlung oder mechanischer Stress während der
Manipulation eines Zebrafischs Auswirkungen auf die
weitere Entwicklung haben können. Während der Einfluss der Temperatur oder von UV-Strahlung auf die
weitere Entwicklung von Zebrafischlarven gut untersucht
und dokumentiert ist, ist kaum etwas über den Einfluss
von mechanischem Stress oder von hellem Kunstlicht
bekannt. Unterschiedliche physikalische Faktoren, die
während der Manipulation von Zebrafischlarven auftreten und als abiotischer Stress wirksam werden können,
werden im Folgenden dargestellt:
Umgebungstemperatur
Viele Tierarten können ihre Körpertemperatur bei extremer Umgebungstemperatur nicht stabil halten. Die
Körpertemperatur beeinflusst die Zellteilungsrate, den
Metabolismus, die Herzfrequenz und Abweichungen
bedeuten Stress für einen Organismus. Die Embryonalentwicklung bei Fischen ist gut untersucht und hängt
in starkem Maße von der Umgebungstemperatur ab:
niedrige Temperaturen können die Entwicklung verzögern und erhöhte Temperaturen, selbst für einen kurzen
Zeitraum von wenigen Minuten fördern das Auftreten
von Abnormalitäten oder führen zum Tode [13; 14]. Aus
diesem Grund muss die Temperatur während des gesamten Experiments konstant im physiologischen Bereich
gehalten werden. Der physiologische Bereich der Wassertemperatur liegt im Bereich von 26–28,5 ◦ C.
Mechanischer Stress
Beim Manipulieren von biologischem Material wie z. B.
Zebrafischeieren muss darauf geachtet werden, dass die
einwirkenden Kräfte und Beschleunigungen die Organismen nicht schädigen. Manipulationen sind z. B.
erforderlich beim automatisierten Sortieren von Fischeiern [4–7] und während der Mikro-Injektion (ein
gängiges Verfahren in der Biologie bei der DNA in einen
Organismus transferiert wird) [9]. Die Fischeier werden
mittels Vakuum mit einer Pipettenspitze oder auf einer
speziell gefertigten Platte mit Saugkanälen fixiert. Während die erforderlichen Kräfte zum Durchdringen der
Fischeihülle (Chorion) gut untersucht wurden, um den
Prozess der Mikro-Injektion zu optimieren [9–11], sind
bislang keine Messwerte publiziert worden, die die Kräfte
für die Vakuumfixation quantifizieren. Ebenso fehlen
systematische Untersuchungen ob die biologischen Or-
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Methoden
ganismen durch die mechanische Manipulation Schaden
nehmen.
UV-Strahlung und künstliches Tageslicht
Untersuchungen zeigten, dass Zebrafischembryos je
nach Entwicklungsstadium unterschiedlich auf UV-A
(315–380 nm) und UV-B (280–315 nm) Strahlung in ihrer weiteren Entwicklung reagieren [16; 17]. So schlüpften
bis zu 98% aller untersuchten befruchteten Zebrafischembryos nicht, wenn sie nach der Befruchtung mit
UV-B Licht (310 nm/1,95 W/m2 ) bestrahlt wurden und
100% aller frisch geschlüpften Larven starben innerhalb
von 12 Stunden, wenn sie nach dem Schlüpfen bestrahlt
wurden [16]. Am wenigsten empfindlich zeigten sich
Embryos im 1000-Zell Stadium (3 hpf) [16]. Hingegen
zeigten Zebrafischembryos eine größere Toleranz gegenüber UV-A Strahlung, wobei eine letale Dosis von
850 J/cm2 ermittelt wurde [17]. Die Anzahl geschlüpfter Embryos nahm mit zunehmender UV-A Bestrahlung
ab, die Missbildungsrate und Mortalität dagegen nahmen
zu. Um eine gute Bildqualität in der Lichtmikroskopie
zu erzielen, muss eine ausreichende Ausleuchtung des
Objekts gewährleistet sein. Ob das hierfür verwendete
Weißlicht eine toxikologische Wirkung hat und wenn ja,
ab welcher Intensität und Dauer der Bestrahlung, wurde
bislang nicht systematisch untersucht.
Bild 2 Leuchtstärke versus Wällenlänge der verwendeten WeißlichtLEDs.
2 Methoden
2.1 Bestrahlung mit Weißlicht
Für die in der Biologie weit verbreitete Durchlicht- oder
Auflichtmikroskopie hat sich der Einsatz von leistungsstarken Leuchtdioden bewährt. Nach wie vor werden aber
auch noch Halogenlampen und Quecksilberdampflampen verwendet, die jedoch deutlich mehr Wärme bei
vergleichbarer Lichtleistung erzeugen. Zur Evaluierung
des Einflusses von grellem, weißem Kunstlicht auf die
Embryonalentwicklung von Zebrafischen wurde ein Array aus 48 LEDs vom Typ Ledman LL1503HGWW1-301
konstruiert. Das Spektrum dieser LED liegt oberhalb des
ultravioletten Bereichs (> 400 nm), sodass ein schädigender Einfluss durch UV-Strahlung ausgeschlossen werden
konnte (Bild 2). Für das Experiment wurde eine Beleuchtungsstärke von 45.000 lux verwendet, was ungefähr der
zwanzigfachen Beleuchtungsstärke entspricht, die bei der
Lichtmikroskopie üblicherweise verwendet wird, wie eigene Messungen ergeben haben.
Wildtyp Zebrafischeier (Danio rerio) aus eigener Aufzucht wurden vier Stunden nach dem Laichen und
Befruchten manuell in 96er Mikrotiterplatten mit ausreichend Wasser pipettiert und in einem Inkubator
bei 28,5 ◦ C temperiert aufbewahrt. Die Mikrotiterplatten wurden zufällig in drei Gruppen aufgeteilt und alle
drei Gruppen inklusive der Kontrollgruppe (CG) wurden
einem Beleuchtungszyklus im Verhältnis 14 Stunden hell
zu 10 Stunden dunkel mit einer Beleuchtungsstärke von
400 lux ausgesetzt. Eine Gruppe Fischeier (4G) wurde
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Bild 3 Array aus 48 Weißlicht-LEDs, die eine 96er Mikrotiterplatte mit
45.000 lux im Inkubator bestrahlen.
4 hpf 10 min lang mit Weißlicht bestrahlt und eine weitere Gruppe (8G) ebenfalls 10 min lang, jedoch erst 8 hpf.
Nach der Bestrahlung wurden beide Gruppen wieder
den normalen Bedingungen im Inkubator zugeführt. Mit
einem automatisierten Hochdurchsatz-Mikroskop [4]
wurden 24 hpf Aufnahmen von den Fischeiern in den
Mikrotiterplatten aufgenommen.
2.2 Anwendung mechanischer Kräfte
Ziel des Experiments war es mechanische Kräfte zu analysieren, die typischerweise bei der Handhabung von
Fischeiern auftreten. Die mechanischen Kräfte wurden
dabei auf zwei unterschiedliche Arten appliziert: In einer
ersten Versuchsreihe wurden die Drücke evaluiert, denen
das Chorion in unterschiedlichen Entwicklungsstadien
beim Fixieren an einer Pipette mittels Vakuum standhält.
Dafür wurden Wildtyp Zebrafischeier 4, 24 und 31 hpf
mit Saugspitzen mit 3 unterschiedlichen Innendurchmessern von 0,51, 0,61 und 0,84 mm angesaugt. Der Unterdruck in der Saugspitze wurde mit einem Drucksensor
gemessen und der Unterdruck kontinuierlich durch eine
Saugpumpe erhöht, bis die Chorionhülle dem Unterdruck nachgegeben hat. Sowohl die Druckerfassung, als
auch die Steuerung des Unterdrucks erfolgten mittels
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Bild 4 Darstellung der Bildanalyse einer 96er Mikrotiterplatte. Drei koagulierte Zebrafischeier wurden erkannt und mit einem Bildrahmen hervorgehoben.
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Methoden
Tabelle 1 zeigt die mittleren Unterdrücke (und Standardabweichungen), die zum Platzen der Chorions mit unterschiedlichen SaugspitzenInnendurchmessern und an unterschiedlichen Zeitpunkten, erforderlich waren. Für den Zeitpunkt 24 hpf sind zusätzlich die Unterdrücke für
Embryonen bestimmt worden, die 2 bzw. 4 min lang einer Pronaselösung ausgesetzt waren.
Pufferlösung E3 ohne Pronase
Innendurchmesser
der Saugspitze
4 hpf
24 hpf
31 hpf
0,84 mm
32 (3) kPa
28 (3) kPa
21 (5) kPa
0,61 mm
61 (6) kPa
39 (4) kPa
30 (4) kPa
64 (3) kPa
48 (6) kPa
33 (5) kPa
LabviewTM . In einer zweiten Versuchsreihe wurden zwei
weitere Gruppen von Zebrafischeiern gemessen, die zuvor
2 bzw. 4 min in einer Lösung aus 15 Tropfen Pronase in
11,5 ml Pufferlösung E3 gelagert wurden. Pronase ist eine
Mischung unterschiedlicher Enzyme, die in der Biologie
verwendet werden, um die Proteine des Chorions abzubauen, sodass das Chorion weich wird und der Embryo
vorzeitig freigesetzt wird [18]. In einer dritten Testreihe
wurde verglichen, ob diejenigen Fischeier, die automatisiert in Mikrotiterplatten hineinsortiert wurden häufiger
geschädigt wurden, als solche die manuell pipettiert wurden. Es wurden zwei 96er Mikrotiterplatten manuell mit
Fischeiern im Alter von 24 hpf befüllt und zwei weitere
wurden automatisch mit einem neuen Fischsortierroboter befüllt [4]. Zur Quantifizierung der Schädigung der
Fischeier durch den Sortierprozess wird die Anzahl koagulierter Fischeier in beiden Gruppen ermittelt.
2.3 Automatisierte Bildanalyse
Zur Evaluierung koagulierter Fischeier 24 hpf wurde eine
Software zur automatisierten Bildanalyse eingesetzt, wie
sie in [19] detailliert beschrieben ist. Die Identifizierung
koagulierter Fischeier erfolgte in drei Schritten: Bildvorverarbeitung, Merkmalsgewinnung und Klassifikation.
Auf diese Weise wurden fehlerhafte Bilder auf denen z. B.
kein Fischei oder mehr als ein Fischei zu erkennen war
automatisch herausgefiltert. Die von der Software erkannten Aufnahmen mit koagulierten Fischeier wurden wie in
Bild 4 dargestellt.
3 Ergebnisse
3.1 Der Einfluss von Weißlicht
auf die Embryonalentwicklung
Es wurde kein signifikanter Unterschied zwischen denjenigen Gruppen von Zebrafischeiern gefunden, die mit
hellem Weißlicht bestrahlt wurden und der Kontrollgruppe, die nicht bestrahlt wurde: 3,6% (7 von 196)
der Fischeier der Kontrollgruppe (CG) wurden 24 hpf als
„koaguliert“ klassifiziert, 2,9% (5 von 175) der Gruppe,
die 4 hpf bestrahlt wurde (4G) und 3,2% (5 von 156) der
Gruppe, die 8 hpf betrahlt wurde (8G).
Somit konnte kein negativer Einfluss auf die Zebrafisch Embryonalentwicklung durch die Bestrahlung mit
künstlichem Weißlicht während zweier unterschiedlicher
Entwicklungsstadien festgestellt werden.
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2 min Pronase
4 min Pronase
0,51 mm
NN
47 (9) kPa
NN
NN
32 (7) kPa
NN
3.2 Der Einfluss mechanischer Kräfte
auf Zebrafischeier
Wie in Tabelle 1 dargestellt, stieg der zum Aufbrechen
des Chorions erforderliche Unterdruck, je kleiner der
Innendurchmesser der verwendet Saugspitze war. Weiterhin konnte gezeigt werden, dass je weiter die Zeit nach
der Befruchtung des Fischeier fortgeschritten war ein geringerer Unterdruck erforderlich war. Deswegen wurde
der höchste Unterdruck von durchschnittlich 64 kPa zum
Platzen der Chorions gemessen, wenn die Saugspitze
einen Innendurchmesser von 0,51 mm aufwies und der
Zeitpunkt der Messung 4 Stunden nach der Befruchtung (4 hpf) der Fischeier betrug. Nur ein Drittel davon
(21 kPa) betrug der gemessene durchschnittliche Unterdruck in einem weit fortgeschrittenen Embryonalstadium
(31 hpf) wenn zudem eine Saugspitze mit einem Innendurchmesser von 0,84 mm verwendet wurde.
Die Lockerung der Proteine, die das Chorion bilden ist
ein physiologischer Prozess, der das Schlüpfen der Larven
48–60 hpf erleichtern soll [18]. Wurden die Embryonen
24 hpf für 4 min lang in eine Pronaselösung gelegt, dann
verringerte sich der zum Platzen der Chorions erforderliche Unterdruck derlei, wie er in etwa der physiologischen
Embryonalentwicklung zum Zeitpunkt 31 hpf entspricht.
Hingegen hatte das Einlegen der Embryonen 24 hpf für
nur 2 min praktisch keinen Einfluss auf die ChorionStabilität.
Abschließend wurde der Gesamteinfluss des automatisierten Sortierens und Manipulierens von Fischeiern zum
Zeitpunkt 4 hpf auf deren weitere Entwicklung evaluiert.
Dafür wurde die Anzahl koagulierter Fischeier 24 hpf
mit einer Kontrollgruppe verglichen, die manuell sortiert wurde. In beiden Gruppen wurden 11,5% (22 von
192 Fischeiern) von der automatisierten Bildanalyse als
koaguliert identifiziert.
4 Zusammenfassung und Schlussfolgerungen
Viele biologischen Experimente erfordern die Untersuchung einer großen Zahl an Modellorganismen, wie z. B.
Zebrafischembryonen. Dafür ist eine Automatisierung
der gesamten Prozesskette von der Sortierung des biologischen Materials, über die Mikroskopie bis zur Bildanalyse
und Interpretation erforderlich. Bislang wurde jedoch nur
sehr wenig über mechanische „Material“-Eigenschaften
biologischer Organismen publiziert. Ebenso findet sich
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im Vergleich zu anderen abiotischen Strassfaktoren wie
der Umgebungstemperatur oder dem Einfluss von UVLicht auf die Embryonalentwicklung von Organismen wie
z. B. Zebrafischeier nur sehr wenig Informationen über
den Einfluss mechanischer Faktoren oder dem Einfluss
von weißem Licht in der Literatur.
Mit der vorliegenden Studie sollten zwei Faktoren die
bei der Automatisierung von biologischen Experimenten
wirksam sind und die abiotischen Stress auf einen Organismus ausüben können evaluiert werden. Erstens sollte
die potentielle Toxizität von weißem Licht auf die Embryonalentwicklung eines Modellorganismus untersucht
werden. Es zeigte sich, dass die Bestrahlung von Zebrafischembryonen in frühen Entwicklungsstadien (4 hpf
und 8 hpf) mit Weißlicht mit einer Beleuchtungsstärke
von 45.000 lux keinen negativen Effekt auf die weitere
Embryonalentwicklung im Vergleich zu nichtbestrahlten
Embryonen hatte. Diese Beleuchtungsstärke entspricht
ca. dem Zwanzigfachen derjenigen, die bei der Lichtmikroskopie verwendet wird. Es kann davon ausgegangen
werden, dass Weißlicht, wie es in der automatisierten
Mikroskopie und in Sortiersystemen zur Anwendung
kommt nicht die Embryonalentwicklung negativ beeinflusst.
Zweitens sollte der Einfluss von mechanischen Kräften, wie sie bei der Fixierung von Fischeiern mittels
Vakuum auftreten evaluiert werden. Das Ziel der
Untersuchung war für unterschiedliche embryonale Entwicklungsstadien und Saugkanaldurchmesser Grenzwerte
für Unterdrücke zu finden ab denen der Organismus
geschädigt werden wird. Diese Grenzwerte sollten bei
der Manipulation von Zebrafischeiern nicht überschritten werden und können beim Einstellen des Unterdrucks
zur sicheren Fixierung dienen. Hierbei zeigte sich, dass
mit abnehmendem Innendurchmesser der Saugspitze höhere Unterdrücke möglich sind, ohne die Chorions der
Fischeier zu schädigen. Die manipulierten Fischeier und
die Kontrollgruppe wurden mittels automatisierter Bildanalyse ausgewertet.
Schließlich konnte auch gezeigt werden, dass das
automatisierte Sortieren und Mikroskopieren von biologischem Material (Zebrafischeiern) bei dem sowohl
künstliches Weißlicht zur Bildbelichtung als auch Unterdruck zum Ansaugen der Fischeier verwendet wird nicht
zu einer höheren Rate an koagulierten Embryonen führt.
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Manuskripteingang: 4. März 2011
PD Dr. habil. Christian Pylatiuk ist wissenschaftlicher Mitarbeiter am
Institut für Angewandte Informatik (IAI) am Karlsruher Institut für
Technologie (KIT). Hauptarbeitsgebiete: Medizintechnik, Biotechnologie, Mikroskopie.
Adresse: Karlsruher Institut für Technologie, Institut fur Angewandte
Informatik, Gruppe „Bio Robot Lab“, Hermann-von-Helmholtz-Platz 1,
76344 Eggenstein-Leopoldshafen, E-Mail: [email protected]
Dipl.-Ing. Alexander Pfriem ist Doktorand am Institut für Angewandte
Informatik (IAI) am Karlsruher Institut für Technologie (KIT). Hauptarbeitsgebiete: Robotik, Labor-Automatisierung.
Adresse: Karlsruher Institut für Technologie, Institut für Angewandte
Informatik, Gruppe „Bio Robot Lab“, Hermann-von-Helmholtz-Platz 1,
76344 Eggenstein-Leopoldshafen, E-Mail: [email protected]
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Dr. Urban Liebel ist Gruppenleiter am Institut für Toxikologie und Genetik (ITG) des Karlsruher Instituts für Technologie (KIT). Forschungsschwerpunkte: Angewandte Bioinformatik, High-Content Screening.
Adresse: Karlsruher Institut fur Technologie, Institut fur Angewandte
Informatik, Gruppe „Bio Robot Lab“, Hermann-von-Helmholtz-Platz 1,
76344 Eggenstein-Leopoldshafen, E-Mail: [email protected]
Adresse: Karlsruher Institut für Technologie (KIT), Institut für Toxikologie und Genetik, Hermann-von-Helmholtz-Platz 1, 76344 EggensteinLeopoldshafen, E-Mail: [email protected]
Prof. Dr.-Ing. habil. Georg Bretthauer ist Leiter der Institute für
Angewandte Informatik (IAI) und für Angewandte Informatik/Automatisierungstechnik (AIA) am Karlsruher Institut fur Technology
(KIT). Hauptarbeitsgebiete: Mechatronik, Automatisierungstechnik,
Computational Intelligence.
Dr.-Ing. Stefan Schulz ist Leiter der Gruppe „Bio Robot Lab“ am Institut für Angewandte Informatik (IAI) am Karlsruher Institut für Technology (KIT). Hauptarbeitsgebiete: Robotik, Sensorik, Medizintechnik,
Fluidtechnik.
Adresse: Karlsruher Institut für Technologie, Institut für Angewandte
Informatik, Hermann-von-Helmholtz-Platz 1, 76344 Eggenstein-Leopoldshafen, E-Mail: [email protected]
Vorschau auf Heft 12/2011
In unserem nächsten Heft finden Sie unter anderem folgende Themen:
•
Ardelt, M., Waldmann, P.: Hybrides Steuerungs- und Regelungskonzept für das
hochautomatisierte Fahren auf Autobahnen
•
Kroll, A.: Zur regelungsorientierten Ableitung von Takagi-Sugeno-Modellen
•
Polzer, J., Jelali, M.: Mehrgrößenregelung mit Entkopplung von Banddicke und
Bandplanheit von 20-Rollen-Kaltwalzwerken
•
Werling,M.,Gröll,L.,Bretthauer,G.:TrajektorienregelungvonzeitkritischenFahrmanövern
Weitere Informationen über geplante Hefte, ausführliche Informationen über die in den
letzten Heften der at erschienenen Beiträge sowie Hinweise für Autoren finden Sie im Internet unter http://www.at-automatisierungstechnik.de.
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