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Tierärztliche Hochschule Hannover
Tonometrie und Evaluierung zweier Tränentests bei
Bartagamen (Pogona spp.)
INAUGURAL – DISSERTATIONzur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae ( Dr. med. vet. )
vorgelegt von
Eva Julia Schuster
Würzburg
Hannover 2014
Wissenschaftliche Betreuung:
Univ. - Prof. Dr. med. vet. M. Fehr
Klinik für Heimtiere, Reptilien, Zier- und Wildvögel
1. Gutachter: Univ.- Prof. Dr. med. vet. M. Fehr
2. Gutachter: Univ.- Prof. Dr. med. vet. W. Meyer
Tag der mündlichen Prüfung: 05.05.2014
Meiner Familie, mit Dank für alles!
Teile dieser Arbeit wurden bei der folgenden Zeitschrift zur Veröffentlichung eingereicht:
• Journal of Small Animal Practice (eingereicht am 03.04.2014; im Review)
Intraocular pressure measurement in clinically healthy Inland bearded
Dragons (Pogona vitticeps)
Eva J. Schuster D.V.M., Julia Strüve D.V.M., Michael Fehr Dipl. ECZM (Small
mammals), Karina A. Mathes Dipl. ECZM (Herpetology)
Ergebnisse dieser Dissertation wurden auf folgenden Fachtagungen präsentiert:
• 41. Arbeitstagung der DGHT AG ARK „Schwerpunktthema Neurologie“ (Mai
2014)- Vortrag
Augeninnendruckmessung bei Bartagamen (Pogona spp.)
E. Schuster, M. Fehr, K. Mathes, J. Strüve
• 1. Jahrestagung der DVG-Fachgruppe Zier-, Zoo- und Wildvögel, Reptilien
und Amphibien (März 2014)- Posterpräsentation
Versuch der Kalibrierung des Rebound-Tonometers Tonovet ® bei
Bartagamen (Pogona spp.)
E. Schuster, J. Strüve, M. Fehr, K. Mathes
Inhaltsverzeichnis
Inhaltsverzeichnis
1. Einleitung ..............................................................................................................1
2. Literaturübersicht .................................................................................................2
2.1 Augenerkrankungen bei Reptilien................................................................2
2.2. Anatomie relevanter Strukturen des Reptilienauges..................................5
2.2.1 Allgemeines ...................................................................................................5
2.2.2 Knöcherne Augenhöhle (Orbita) und Anhänge (Adnexe) ............................. 6
2.2.3 Tränenapparat (Apparatus lacrimalis)........................................................... 8
2.2.4 Augapfel (Bulbus oculi) und Lederhaut (Sklera) ........................................10
2.2.4.1 Hornhaut (Cornea) ...................................................................................10
2.2.4.2 Vordere Augenkammer (Camera anterior bulbi) und mittlere Augenhaut
(Uvea) ..................................................................................................................11
2.2.4.3 Linse (Lens oculi)..................................................................................... 13
2.2.4.4 Hintere Augenkammer (Camera posterior bulbi) und Netzhaut (Retina) .14
2.2.5 Sehvermögen ............................................................................................15
2.3. Augenuntersuchung bei Reptilien .............................................................16
2.4 Augeninnendruck ........................................................................................19
2.4.1 Produktion und Verteilung des Kammerwassers .........................................19
2.4.2 Regulierung des Augeninnendrucks ............................................................20
2.4.3 Pathologie des Augeninnendrucks und klinische Relevanz bei Reptilien ...21
2.4.4 Potentielle Einflussfaktoren auf den Augeninnendruck in der Klinik ...........22
2.4.4.1 Alter .........................................................................................................22
2.4.4.2 Geschlecht/ Reproduktionsstatus ............................................................22
2.4.4.3 Tageszeit .................................................................................................23
2.4.4.4 Gewicht und Körpergröße (Schnauzen- Schwanz- Länge) .....................23
2.4.4.5 Umgebungstemperatur und Jahreszeit (Hibernation) .............................24
2.4.4.6 Anästhesie/ Lokalanästhesie (LA) .......................................................... 24
2.4.4.7 Körperhaltung/ Fixation ............................................................................25
2.4.4.8 Sonstige Faktoren....................................................................................25
Inhaltsverzeichnis
2.5. Messverfahren zur Erhebung des Augeninnendrucks .............................25
2.5.1 Manometrie ..................................................................................................26
2.5.2 Tonometrie ..................................................................................................26
2.5.2.1 Messwertbeeinflussung durch Hornhauteigenschaften ............................28
2.5.2.2 Weitere Fehlerquellen...............................................................................29
2.6 Tränenfilm .....................................................................................................30
2.6.1. Tränenzusammensetzung und Besonderheiten bei Reptilien .....................30
2.6.2 Pathophysiologie der Tränenproduktion und Symptomatik .........................31
2.6.3. Erkrankungen des Tränenapparates bei Reptilien ......................................31
2.7. Messung der Tränenproduktion .................................................................32
2.7.1.Schirmer- Tränen- Test (STT I) ...................................................................32
2.7.2 Phenolrot- Test (PRT) .................................................................................32
2.7.3 Papierspitzen (endodontic absorbent paper points- EAPP) ........................ 33
3. Material und Methoden.......................................................................................34
3.1 Zielsetzung ...................................................................................................35
3.2. Klinische Versuche......................................................................................35
3.2.1 Patientengut und Tierdaten .........................................................................35
3.2.2 Feststellung der Klinischen Gesundheit.......................................................36
3.2.3 Ophthalmologische Untersuchung ...............................................................37
3.2.4 Tonometrieversuch ......................................................................................39
3.2.4.1 Unterbringung der Tiere............................................................................40
3.2.4.2 Zeitlicher Ablauf der Messungen im Tonometrieversuch ..........................41
3.2.4.3 Messung mit dem TonoVet® ....................................................................41
3.2.4.4 Messung mit dem TonoPen® ...................................................................43
3.2.4.5 Messsequenzen........................................................................................45
3.2.4.5.1 Diurnale Messungen innerhalb der POTZ .............................................45
3.2.4.5.2 Messungen unter Lokalanästhetikum (TonoVet®) .................................46
3.2.4.5.3 Messungen unter Temperaturabfall .......................................................46
3.2.5. Evaluierung der Tränenproduktion..............................................................47
3.2.5.1 Tränenproduktionsmessung mit dem Phenolrot- Test (PRT) ...................48
Inhaltsverzeichnis
3.2.5.2 Tränenproduktionsmessung mit Endodontic Absorbent Paper Points
(EAPP)..................................................................................................................49
3.2.5.3 Ergänzende Parameter.............................................................................51
3.2.6 Kalibrierung des TonoVet® (Manometrie) ..................................................52
3.2.6.1 Versuchsmaterial ......................................................................................53
3.2.6.2 Versuchsdurchführung..............................................................................54
3.2.7 Statistische Auswertung ..............................................................................56
3.2.7.1 Klinischer Versuch (Tonometrie) ..............................................................57
3.2.7.2 Messung der Tränenproduktion ................................................................57
3.2.7.3 Ergänzende Parameter.............................................................................57
3.2.7.4 Manometrie (Kalibrierung des TonoVet®) ................................................57
3.3 Genehmigung der Tierversuche ..................................................................58
4. Ergebnisse ..........................................................................................................59
4.1 Klinische Allgemeingesundheit, Labor- und Röntgenuntersuchungen ..59
4.2 Augenuntersuchung.....................................................................................60
4.3 Messungen mit dem TonoVet® ...................................................................63
4.4 Messungen mit dem TonoPen® ..................................................................63
4.5. Messsequenzen Tonometrie .......................................................................64
4.5.1 Diurnale Messungen ....................................................................................64
4.5.2 Messungen unter Lokalanästhesie ..............................................................66
4.5.3. Messungen unter Temperaturabfall ............................................................67
4.5.3.1 Temperaturaufzeichnung ..........................................................................67
4.5.3.2 Einfluss der Temperaturabsenkung auf den IOD ......................................67
4.5.4 Einflussfaktoren auf den IOD .......................................................................68
4.6 Messung der Tränenproduktion ..................................................................69
4.6.1 Phenolrot- Test ............................................................................................69
4.6.2 Endodontic Absorbent Paper Points ............................................................70
4.6.3 Güte der Tests zur Messung der Tränenproduktion ....................................71
4.6.4 Ergänzende Parameter................................................................................72
4.6.4.1 Blinzelfrequenz .........................................................................................72
Inhaltsverzeichnis
4.6.4.2 Lidspaltenlänge.........................................................................................72
4.7 Kalibrierung des TonoVet®.............................................................................72
5. Diskussion ..........................................................................................................75
5.1 Klinische Allgemeingesundheit, Labor- und Röntgenuntersuchungen ..75
5.2 Augenuntersuchung.....................................................................................77
5.3 Messungen mit dem Tonovet® ....................................................................81
5.4 Messungen mit dem TonoPen® ..................................................................82
5.5 Messsequenzen Tonometrie ........................................................................83
5.5.1 Diurnale Messungen und Tagesdurchschnitt...............................................83
5.5.1 Messungen unter Lokalanästhesie ..............................................................85
5.5.2 Messungen unter Temperaturabfall .............................................................87
5.5.3 Einflussfaktoren auf den IOD .......................................................................88
5.6 Messung der Tränenproduktion ..................................................................89
5.6.1 Tränenproduktionsmessung mit dem Phenolrot- Test .................................90
5.6.2 Endodontic Absorbent Paper Points ............................................................92
5.6.3 Güte der Übereinstimmung ..........................................................................94
5.6.4 Ergänzende Parameter................................................................................95
5.7 Kalibrierung des TonoVet® .........................................................................96
5.8 Klinische Bedeutung und Fazit ...................................................................99
6. Zusammenfassung ...........................................................................................102
7. Summary ...........................................................................................................103
8. Literaturverzeichnis..........................................................................................104
9. Anhang ..............................................................................................................125
9.1 Abbildungsverzeichnis ..................................................................................126
9.2 Tabellenverzeichnis ......................................................................................127
9.3 Originaldaten ...............................................................................................128
10. Danksagung ....................................................................................................141
Abkürzungsverzeichnis
Abkürzungsverzeichnis
A.
Arteria
Abb.
Abbildung
BF
Blinzelfrequenz
bzw.
beziehungsweise
°C
Grad Celsius
ca.
circa
CCT
central corneal thickness (zentrale Hornhautdicke)
CH
corneale Hysterese
cm
Zentimeter
CRT
corneal resistant factor (cornealer Widerstandsfaktor)
D
Dioptrin
d.h.
das heißt
E
Echse
EAPP
Endodontic Absorbent Paper Points
et al.
und andere
EZ
Ernährungszustand
G
gauge
ggf.
gegebenenfalls
ggr.
geringgradig
HH
Hornhaut
hgr.
hochgradig
IOD/ IOP
intraokulärer Druck
i.v.
intravenös
KCS
Keratokonjunktivitis sicca
kg
Kilogramm
KGW
Körpergewicht
KI
Konfidenzintervall
LA
Lokalanästhetikum
LS
Lidspaltenlänge
LSK
Landschildkröte(n)
Abkürzungsverzeichnis
L.
Leptodactylus
M.
Musculus
mAS
Milliampere-Sekunde
max.
maximal/Maximum
Min.- Max.
Minimum- Maximum Bereich (range)
mgr.
mittelgradig
min.
minimal/Minimum bzw. Minute
mmHg
Millimeter Quecksilbersäule
o.ä.
oder ähnliches
o.g.
oben genannt(e)
OD
oculus dexter (rechtes Auge)
OS
oculus sinister (linkes Auge)
OU
Augenuntersuchung/ oculi uterque (beide Augen)
n
Stichprobenumfang/ Tierzahl
N.
Nervus
NaCl
Natriumchlorid
p
Irrtumswahrscheinlichkeit
Pog.
Pogona
p.m.
post mortem
POTZ
preferred optimum temperature zone (bevorzugter
Temperaturbereich)
PRT
Phenolrot- Test
r
Korrelationskoeffizient
S
Schlange
s.c.
sub cutan
SD
standard deviation (Standardabweichung)
spp.
species pluralis; mehrere Arten einer Gattung
STT
Schirmer- Tränen Test
T.
Testudo
Tab.
Tabelle
TBUT
tear break up time (Tränenaufrisszeit)
Abkürzungsverzeichnis
TT
Tränentest
u.a.
unter anderem
UV
Ultraviolett(licht)
vgl.
vergleiche
vitt.
vitticeps
WSK
Wasserschildkröte
z.B.
zum Beispiel
Glossar
Chelonia
Schildkröten (Land-, Wasser-, Meeresschildkröten)
Reptilia
Klasse der Reptilien
Sauria
Echsen
Serpentes
Schlangen
Squamata
Schuppenkriechtiere (Echsen u. Schlangen)
Einleitung
1. Einleitung
Reptilien unterscheiden sich als Wildtiere in vielerlei Hinsicht von Haussäugetieren.
Zum einen zeigen sie bei Erkrankungen meist sehr spät, oftmals erst im Endstadium
klinische Symptome. Zum anderen ist die Untersuchung dieser Patienten häufig
durch Stressanfälligkeit, die geringen Körperdimensionen oder auch durch das
Abwehrverhalten einiger Arten eingeschränkt. Nicht zuletzt erschwert die oftmals
stoische Art von Reptilien die Interpretation von Verhaltensweisen oder von
Reflexen. Gerade in der neurologischen- oder Augenuntersuchung ist deshalb keine
direkte Übertragung von Untersuchungsgängen oder Befundinterpretationen von
Hund oder Katze möglich.
Da die meisten Reptilien als (Lauer-)Jäger oder Beutegreifer auf ihren Sehsinn
angewiesen sind, sollte der Untersuchung der Augen bzw. der Folgenschwere von
Erkrankungen dieser eine große Bedeutung in der Praxis eingeräumt werden.
Gerade in menschlicher Obhut werden Augenerkrankungen durch Haltungs- oder
Fütterungsfehler begünstigt und könnten durch fundiertes Wissen vermieden bzw.
schneller erkannt und behandelt werden. Aufgrund fehlender Normparameter, aber
auch durch die vielen speziesspezifischen anatomischen Besonderheiten, stellt die
Augenheilkunde bei Reptilien leider bisher eines der am wenigsten erforschten
Teilgebiete dar. Durch die Begrenzung einiger diagnostischer Möglichkeiten, wie
z.B. der Funduskopie, fehlen oftmals Erfahrungswerte, was die Unterscheidung von
physiologischen und pathologischen Befunden erschwert. Die Inzidenz der meisten
Erkrankungen, die mit den Augen assoziiert sind, ist deshalb nicht bekannt und
Symptome oder Symptomkomplexe werden in der Literatur häufig nur anhand von
Einzelfällen beschrieben.
Ziel dieser Arbeit war es deshalb an einer häufig in der Praxis vorgestellten
Reptilienart, den Bartagamen, diagnostische Mittel im Rahmen der Augenuntersuchung zu evaluieren. Initial sollten die Möglichkeiten bzw. Grenzen der
Augenuntersuchung erörtert und ein optimaler Untersuchungsgang erarbeitet
werden. Dann wurden Normwerte für den Augeninnendruck sowie für die
Tränenproduktionsmessung aufgestellt und die Praktikabilität der verwendeten Tests
untersucht. Zusätzlich wurden Einflussparameter geprüft, die in der Klinik ggf. einen
signifikanten Effekt auf Augeninnendruck- oder Tränenwerte haben könnten und
deshalb bei der Interpretation von Messwerten beachtet werden müssten. Zuletzt
sollten die verwendeten Tonometer an der Referenzmethode kalibriert und somit
deren Aussagekraft hinsichtlich des tatsächlichen Augeninnendrucks evaluiert
werden.
1
Literaturübersicht
2. Literaturübersicht
2.1 Augenerkrankungen bei Reptilien
In der Literatur liegen keine Angaben zur Inzidenz von Augenerkrankungen speziell
bei Bartagamen vor, es finden sich lediglich einzelne Fallbeispiele (DARROW, 2013,
HANNON et al., 2011). Okuläre Erkrankungen bei Reptilien gelten aber grundsätzlich
als ein relativ häufiger Vorstellungsgrund in der Praxis (RIVAL, 2013) und sind
oftmals haltungsassoziiert (LAWTON, 2006). So können falsche Fütterung,
ungünstige Temperaturen bzw. Luftfeuchtigkeit, unsachgemäßes Handling,
Überbesetzung, schlechte Hygiene oder eine ungünstige Gruppenzusammensetzung
Auslöser oder Wegbereiter für Augenerkrankungen sein (MAGGS et al., 2008). In
Tab. 1 sind die häufigsten Augenerkrankungen bei Reptilien und deren Ätiologie
zusammengefasst.
Tab. 1: Gegenüberstellung der häufigsten Augenerkrankungen bei Reptilien
(Landschildkröte= LSK, Wasserschildkröte= WSK, Echse= E, Schlange= S)
beschrieben bei
Ursache
Blepharitis
WSK/
LSK, E
BAYON et al.,
Primär
bakteriell/ 2002
septikämisch
MILLICHAMP,
gestreut, Parasiten, 1983
Pilze, Fremdkörper
THOMAS et al.,
1996
Lidoedem
Hypovitaminose
A,
Herpesvirusinfektion,
WSK/ LSK
generalisierte Ödeme
(Allg.erkrankung)
LIDER
Erkrankung
Lidtumore
Literatur
BAYON et al.,
2002
ELKAN
und
ZWART, 1967
DARROW et al.,
2013
HANNON et al.,
Krokodile, Virus
(Poxvirus),
2011
E
unbekannt
JACOBSON et
al., 1979
2
KONJUNKTIVEN
Literaturübersicht
Konjunktivitis
LSK, E, S
BAYON
Frostschäden
2002
(Hibernation),
UVZWART
Licht- Schäden, Pilze
1973
LSK
Hypovitaminose
Tränendefizit
Hornhauttrübung
LSK
Fütterungsbedingte
Lipid-,
Calcium,- WILLIAMS, 2012
Proteinablagerung
Hornhautulcus
alle (S
selten)
Trauma,
sekundär
LAWTON, 2006;
bakteriell,
WILLIAMS, 2012
Fremdkörper
HORNHAUT
Keratitis/
Photokeratokonjunktivitis
VORDERE
AUGENKAMMER
BROWN et al.,
1999
COOPER et al.,
1980
MILLICHAMP,
1983
Bakterien
(Mykoplasmen,
WSK/LSK,
Chlamydien,
E
Aeromonas),
Herpesvirus
Keratokonjunktivi
tis sicca (KCS)
Uveitis/
Hypopyon/
Hyphäma
Frostschäden
(Hibernation),
Bakterien
(Aeromonas,
Pseudomonas,
Klebsiella), Trauma
E, LSK,
Krokodile
3
A,
et
al.,
et
al.,
ELKAN
und
ZWART, 1967
LAWTON, 2006
BAYON et al.,
2002
BONNEY et al.,
1978
MILLICHAMP,
1983
TOMSON et al.,
1976
Literaturübersicht
RETINA
AUGAPFEL
LINSE
Synechie
(anterior)
Katarakt
Microphthalmie
Anophthalmie
Degeneration
Sekundärinfektion
RAINWATER et
(bakteriell),
toxisch
al., 2011
bedingt, Traumata
Krokodile
BAYON et al.,
2002
fütterungsbedingt,
COLITZ et al.,
frostbedingt,
2002
altersbedingt,
KELLY et al.,
hereditär, UV- Licht
2005
Schäden, unbekannt
WILLIAMS, 2012
alle
Angeboren,
genetisch/-, ernährungs-,
toxisch,umwelt- SABATER und
bedingt,
falsche PÈREZ, 2013
Inkubationsbedingungen (Temperatur,
Sauerstoff etc.)
alle
altersbedingt,
E, S,
hibernationsbedingt
WSK/ LSK
(Frost), toxisch
SCHMIDT
und
TOFT, 1981
LAWTON
und
STOAKES, 1989
Bei Reptilien mit Spektakel (vornehmlich Schlangen) treten nochmals besondere
Augenerkrankungen auf: eine Retention der Brille kann u.a. durch eine generalisierte
Häutungsstörung, zu niedrige Luftfeuchtigkeit, Ektoparasitenbefall (Milben oder
Zecken) oder durch eine Verletzung der Brille mit nachfolgender Infektion entstehen.
Wenn sich diese dann über mehrere Häutungszyklen nicht erneuert, akkumulieren
die alten Hautschichten und führen zu einer Seheinschränkung und damit
einhergehend zu reduzierter Futteraufnahme (KERN und COLITZ, 2013; WILLIAMS,
2012).
Bei der Bullösen Spektakulopathie (Hydrospectaculum) kommt es zu einem
Anschwellen des Auges, wobei oft eine trübe Flüssigkeit im subspektakulären Raum
beobachtet werden kann. Durch eine Obstruktion des Tränen- Nasenkanals
4
Literaturübersicht
(angeboren, mechanisch, Stomatitis- assoziiert) kann Tränensekret nicht mehr
abgeführt werden und sammelt sich im Raum zwischen Hornhaut und Brille
(CULLEN et al., 2000; WILLIAMS, 2012). Die vermeintliche Vergrößerung des
Bulbus darf nicht mit einem Glaukom verwechselt werden (BONIUK und LUQUETTE,
1963).
2.2. Anatomie relevanter Strukturen des Reptilienauges
2.2.1 Allgemeines
Kenntnisse zu den anatomischen Besonderheiten der Augen von Reptilien sind
unabdingbar für die Erhebung und Interpretation von ophthalmologischen Befunden
in der Praxis (GLENWOOD und MACKAY, 2013).
Die Klasse der Reptilien (Reptilia) lässt sich nach heutigem Kenntnisstand in vier
Ordnungen (Testudines, Rhynchocephalia, Squamata (u.a. mit Iguania und
Serpentes) und Crocodilia) einteilen (UETZ, 2013). Reptilien und Vögel stammen
von den Sauropsiden ab und weisen anatomische Ähnlichkeiten auf (LE MAY,
2001), deshalb wird in der Literatur die Vogelanatomie bzw. – physiologie oft als
Grundlage herangezogen, wenn für Reptilien keine Informationen verfügbar sind.
Schlangen nehmen innerhalb der Reptilien eine Sonderstellung ein: durch die
Anpassung an eine unterirdische Lebensweise haben diese phylogenetisch die
meisten Spezialisierungen verloren und entwickelten sich auch nach „Rückkehr“ in
ihr heutiges Habitat separat von den anderen Unterordnungen (MILLICHAMP et al.,
1983; WALLS, 1942). Trotzdem beschreibt LAWTON (2006) die Augen innerhalb der
Klasse der Reptilien als vorrangig einheitlich und weist lediglich auf kleine
Abweichungen zwischen den Ordnungen hin.
Dementsprechend wird die Augenanatomie der Reptilien im Folgenden
ordnungsübergreifend dargestellt und nur wenn relevant zwischen Schlangen,
Schildkröten und Echsen differenziert. Der Schwerpunkt liegt hierbei auf den Echsen;
sofern bekannt, wird speziell auf die Bartagamen eingegangen.
5
Literaturübersicht
Abb. 1:
Schematische
Darstellung des
Auges einer
Echse (modifiziert)
(WALLS, 1942)
2.2.2 Knöcherne Augenhöhle (Orbita) und Anhänge (Adnexe)
Die Orbita als knöcherne Begrenzung des Auges nimmt einen Großteil des Schädels
ein und beherbergt die extraokulären Muskeln, die Hardersche Drüse, die
Tränendrüse und den Sinus orbitalis, welcher mit der Vena jugularis verbunden ist
(WILLIAMS, 2012). Die Orbitae sind entweder durch ein dünnes Septum interorbitale
(Krokodile, Brückenechsen, Echsen und Schildkröten) oder aber durch Knorpel und
Knochen (Schlangen) voneinander getrennt (KARDONG, 2012; NORTHCUTT, 1992;
SCHWAB et al., 2012). Sowohl Orbita als auch Septum sind mit einer periorbitalen
Membran ausgekleidet, die sich im weiteren Verlauf mit dem proximalen inneren
Anteil des Unter- und Oberlids verbindet.
Die meisten Echsen sowie alle Schildkröten, Tuataras und Krokodile haben
Augenlider (NORTHCUTT, 1992). Das Unterlid ist meist beweglicher als das Oberlid,
da es im Gegensatz zum Oberlid nur wenige glatte, sondern vornehmlich
quergestreifte Muskelfasern aufweist. Öffnen und Schließen der Augen erfolgt
deshalb meist durch Bewegung des Unterlids, welches bei Echsen zusätzlich durch
eine große Knorpelplatte (Tarsus) verstärkt ist (GAUTHIER et al., 1988; RIEPPEL,
2000; WILLIAMS, 2012). Viele Echsenspezies besitzen modifizierte Lider, welche
teilweise oder komplett fusioniert sein können; Chamaeleons weisen z.B. partiell
fusionierte Lider auf, welche nur noch eine kleine Öffnung für die Pupille belassen
(SCHWAB et al., 2012).
6
Literaturübersicht
Alle Schlangen, aber auch einige Geckoarten sowie u.a. Vertreter der Gattungen
Amphisbaenidae, Lacertidae und Teiidae besitzen Lider, welche sich während der
Evolution miteinander verbunden haben und heute als transparenter Überzug als
Schutz die Hornhaut bedecken. Da die sog. „Brille“ bzw. das Spektakel histologisch
aus Zellen der äußeren Haut besteht, weist sie auch Merkmale derselben (u.a. eine
eigene Blutgefäßversorgung oder regelmäßige Erneuerung in Form von Häutung)
auf, welche in der Klinik von Bedeutung sein können (MEAD, 1976).
In der Literatur finden sich kontroverse Meinungen zum evolutionären Hintergrund
der Brille. Es wird u.a. diskutiert, dass die Fusion der Lider bei subterrestrisch
lebenden Reptilien zum Schutz der Hornhaut entstand oder dass Schlangen
ursprünglich doch von aquatischen Reptilien abstammen und das Spektakel einem
exzessivem osmotischen Verlust von Wasser über die Hornhaut in salzhaltigen
Gewässern entgegenwirken sollte (WILLIAMS, 2012). Einige Skinke, echte
Eidechsen und Leguane haben ein transparentes Unterlid, welches von
durchsichtigen Schuppen besetzt ist (LAWTON, 2006). Vermutlich ermöglicht es den
Tieren ein (eingeschränktes) Sehen durch geschlossene Lider, wenn diese sich im
Sand oder anderem Substrat fortbewegen (DUKE-ELDER, 1958; MILLICHAMP et
al., 1983).
Im nasalen Augenwinkel befindet sich die Nickhautmembran (Membrana nicitans),
die eine Verlängerung der Konjunktiva darstellt und bei nicht- grabenden Krokodilen
und Echsen durch einen Knorpel verstärkt ist (FRANZ-ODENDAAL und
VICKARYOUS, 2006; KARDONG, 2012; SCHWAB et al., 2012). Bei Schildkröten
und Krokodilen ist sie am stärksten entwickelt, während sie bei Schlangen völlig fehlt.
Je nach Spezies bedeckt die Nickhautmembran das Auge vollständig oder nur
teilweise und kann pigmentiert sein (SCHWAB et al., 2012; WYNEKEN, 2001). Mit
Bewegung durch den M. pyramidalis übernimmt das 3. Augenlid die Befeuchtung
und Reinigung der Hornhaut und vor allem den mechanischen Schutz dieser
(SCHWAB et al., 2012).
Während die Augen aller Schildkröten, Echsen (exklusiv Heloderma) und Krokodile
beweglich sind, sind die der Schlangen weitgehend immobil (UNDERWOOD, 1970).
Für die Vorwärts- und Rückwärtsbewegung des Bulbus innerhalb der Orbita sind die
Mm. Retractor bulbi und protractor bulbi zuständig (s. Tab. 2), welche nahe dem
Sehnerv an der Sklera inserieren (CAPRETTE et al., 2004; COLLIN, 1999; HASSNI
et al., 1997). Bei Krokodilen, wenigen Schildkröten und Echsen mit akinetischem
Schädel sind diese Muskeln nur schwach ausgebildet, während sie bei den übrigen
Echsen, meisten Schildkröten und allen Schlangen stärker ausgeprägt sind
(UNDERWOOD, 1970; WALLS, 1942). CAPRETTE et al. (2004) dagegen betonen,
dass der M. retractor bulbi bei Schlangen nicht vorhanden ist.
7
Literaturübersicht
Tab. 2: Gegenüberstellung der extrinsischen Augenmuskeln von Reptilien,
Vögeln und Säugern nach Angabe in ausgewählter Literatur
Muskel (Reptil)
Äquivalent (Vogel)
Äquivalent (Säuger)
Bulbusbewegung (Reptil)
nach SCHWAB et al
(2012)
nach SLONAKER
(1918)
nach KÖNIG UND
LIEBICH, 2007
nach SCHWAB et al (2012)
M. rectus medialis
M. rectus nasalis
M. rectus medials
nach nasal
M. rectus lateralis
M. rectus temporalis
M. rectus lateralis
nach temporal
M. rectus superioris
M. rectus dorsalis
M. rectus dorsalis
nach temporal und dorsal
M. rectus inferioris
M. rectus ventralis
M. rectus ventralis
nach nasal und ventral
M. obliquus inferioris
M. obliquus ventralis
M. obliquus ventralis
nach temporal und ventral
M. obliquus superioris
M. obliquus dorsalis
M. obliquus dorsalis
nach nasal und dorsal
Die sechs Muskeln arbeiten je paarweise als Gegenspieler, die schiefen
Augenmuskeln sind für Drehbewegungen des Auges zuständig. Der N.
oculomotorius innerviert die Mm. rectus medialis, rectus superioris, rectus inferioris
und obliquus inferioris, der N. abducens den M. rectus lateralis und der N. trochlearis
den M. obliquus superioris (CHRISMAN et al., 1997; WYNEKEN, 2007)
2.2.3 Tränenapparat (Apparatus lacrimalis)
Die Anatomie des Tränenapparates variiert innerhalb der Klasse der Reptilien
(ELKAN und ZWART, 1967). Nach Befeuchtung der Hornhaut bzw. des
subspektakulären Raumes läuft das Tränensekret in das Maul und kann dort auch
teilweise im Digestionsstrakt bei der Verdauung mitwirken (SCHWAB et al., 2012).
Die meisten Echsen besitzen gut ausgebildete Tränendrüsen, die caudal, dorsal und
ventral des Bulbus lokalisiert sind (SCHWAB et al., 2012). Im Einzelnen sind das die
orbito-temporal angelegte Tränendrüse (Glandula lacrimalis) (ELKAN und ZWART,
1967) und die akzessorische Hardersche Drüse (Glandula palpebrae tertiae), welche
mehr orbito-nasal liegt. Der Ausführungsgang der Harderschen Drüse befindet sich
an der Oberfläche der Nickhautmebran. Das Sekret der Harderschen Drüse wird
über die Harderschen Gänge an das Gaumendach abgeleitet (SCHWAB et al.,
2012).
Obwohl die die 1694 von John Harder erstmals beschriebene Hardersche Drüse
allen terrestrischen Säugern gemeinsam ist, ist die genaue Abgrenzung zur Glandula
8
Literaturübersicht
lacrimalis bei Reptilien oftmals schwierig, da sich beiden Drüsen histologisch enorm
ähnlich sind (ELKAN und ZWART, 1967). Folglich sind Aussagen verschiedener
Autoren, die Hardersche Drüse sei bei zahlreichen Chamaeleons, einigen Geckos
und allen Schönechsen nicht vorhanden, umstritten (DUKE-ELDER, 1958,
MILLICHAMP et al., 1983). DARROW et al. (2013) konnten im Rahmen der
Tumordiagnostik bei einer Bartagame mit immunhistochemischen Methoden die
Hardersche Drüse nicht von der benachbarten Glandula lacrimalis abgrenzen.
Kleinere konjunktivale, muköse Drüsen befinden sich bei Echsen außerdem am
Oberlid (DUKE-ELDER, 1958) bzw. an der Außenfläche der Nickhautmembran,
sofern diese vorhanden ist (KARDONG, 2012; SCHWAB et al., 2012).
Bei Schildkröten herrscht eine geteilte Meinung bezüglich der Harderschen Drüse
vor, da auch hier aus den o.g. Gründen die Unterscheidung zur Gandula lacrimalis
posterior schwer fällt (PAYNE, 1994). CHIEFFI BACCARI et al. (1992) untersuchten
die Tränendrüsenanatomie bei Testudo graeca und Trachemys scripta
makroskopisch, histologisch und histochemisch zur Differenzierung der
verschiedenen Drüsen. Beide Spezies wiesen eine posterior gelegene Hardersche
Drüse sowie eine medial in der Orbita gelegene Glandula lacrimalis nach. Bei
verschiedenen Vertretern der Sumpfschildkröten (u.a. Graptemys spp., Pseudemys
spp.) nehmen die prominenten Tränendrüsen etwa die Hälfte der Orbita ein. Die
Glandula lacrimalis liegt hier caudotemporal, während die Hardersche Drüse
craniomedial nahe des interokularen Septums zu finden ist. Beide Drüsen geben ihr
Sekret temporal bzw. medial in den Bindehautsack ab (ELKAN und ZWART, 1967).
Bei Meeresschildkröten sind die Tränendrüsen grundsätzlich stärker entwickelt, sie
dienen vermutlich der extrarenalen Salzausscheidung (JACOBSON, 2007;
WYNEKEN, 2001) und unterstützen so die Niere beim Ausgleich des hohen
Salzgehaltes im Futter bzw. Wasser. Aber auch bei verschiedenen nicht- marinen
Spezies konnten Salz- sezernierende Zellen in der Harderschen Drüse
nachgewiesen werden, welche vermutlich der Osmoregulation dienen (CHIEFFI
BACCARI et al., 1992). Der Tränennasenkanal fehlt bei allen Schildkröten
(JACOBSON, 2007), obwohl sich bei einigen Spezies eine knöcherne Öffnung für
diesen am Boden der Orbita finden lässt (WYNEKEN, 2001).
Bei Schlangen findet sich ausschließlich die prominente, seromuköse Hardersche
Drüse, die zu einem großen Teil hinter dem Bulbus lokalisiert ist (JACOBSON, 2007;
MILLICHAMP, 1997; WALLS, 1942). Die Glandula lacrimalis, die bei den meisten
anderen Tieren lidassoziiert ist, fehlt bei den Schlangen (JACOBSON, 2007;
MILLICHAMP, 1997; WALLS, 1942). Aus dem subspektakulären Raum fließt das
Sekret über den Tränennasenkanal zum Jacobsonschen Organ am Gaumendach
(JACOBSON, 2007).
9
Literaturübersicht
Krokodile besitzen die Glandula lacrimalis, die Hardersche Drüse und ebenfalls
kleine konjunktivale Drüsen zur Tränenproduktion (JACOBSON, 2007; REESE,
1915).
2.2.4 Augapfel (Bulbus oculi) und Lederhaut (Sklera)
UNDERWOOD (1970) teilt den Bulbus- in Anlehnung an die Vögel- in einen orbitalen
und einen kornealen Teil ein. Ähnlich der Vögel ist der Augapfel bei Reptilien im
Verhältnis zur Schädelgröße sehr groß (UNDERWOOD, 1970) und laut WILLIAMS
(2012) sphärisch geformt. HALL (2008) vermutet, dass die Form des Augapfels, u.a.
Hornhautdiameter und axiale Länge, an die jeweiligen Lichtverhältnisse angepasst
ist.
Die Sklera ist dünn und wird durch eine Knorpellamelle unterstützt, die sich vom
hinteren Pol bis zum Äquator des Bulbus erstreckt. Cranial davon befindet sich bei
Schildkröten und meisten Echsen ein Ring von feinen, sich überlappenden
Skleralknöchelchen („Skleralringe“), die die Konvexität des Augapfels stabil halten
und die am Rand der Hornhaut als Hebel für den Ziliarkörper dienen, da dort der
Ziliarmuskel ansetzt (JACOBSON, 2007). Außerdem spielen sie eine entscheidende
Rolle bei der Akkomodation, da sie die Form des Augapfels beeinflussen und somit
den Abstand zwischen Hornhaut und Fundus variieren können (DUKE-ELDER,
1958). Während JACOBSON (2007) die Anzahl der Skleralringe allgemein mit 14
angibt, unterscheidet WALLS (1942) zwischen einzelnen Ordnungen (Schildkröten 6
bis 9, Chamaeleons 11, Brückenechsen 16 bis 17 Skleralringe).
Der Bulbus der Schlangen ist leicht entlang der visuellen Achse gedreht und besitzt
weder Skleralringe noch eine knorpelige Unterstützung (DUKE-ELDER, 1958). Die
sphärische Form wird durch sehnige Anteile der Sklera aufrechterhalten (WALLS,
1942).
Bei Krokodilen fehlen zwar die knöchernen Skleralringe, die Sklera ist hier aber
durch knorpelige Ausläufer, die eine Art Kelch formen, unterstützt (DUKE-ELDER,
1958; MILLICHAMP et al., 1983; WALLS, 1942).
2.2.4.1. Hornhaut (Cornea)
Die Hornhaut der Reptilien wird als dünnwandig beschrieben, ist durchsichtig und
enthält im Gegensatz zu den Säugern keine Bowmansche Membran (DUKE-ELDER,
1958, SCHWAB et al., 2012). Die Hornhaut ist durch einen ringförmigen Sulcus vom
orbitalen Anteil des Bulbus abgesetzt (UNDERWOOD, 1970). Bei den meisten
landlebenden Reptilien besteht die Hornhaut aus mehreren dünnen Schichten und
übernimmt teilweise die Funktion der Linse, indem sie durch gezieltes Abflachen der
Hornhaut den Lichteinfall reguliert (SCHWAB et al., 2012).
10
Literaturübersicht
Bei Echsen werden unterschiedliche Dimensionen der Hornhaut beschrieben, da
sich tag- und nachtaktive Echsen laut HALL (2008) an die jeweiligen
Lichtverhältnisse adaptieren müssen. Nachtaktive Echsen besitzen demnach eine
zur axialen Länge des Bulbus proportional größere Hornhautoberfläche, da diese
mehr Lichteinfall zulässt. Beim ägyptischen Dornschwanz (Uromastyx aegyptia), der
wie die Bartagamen zur Familie der Agamidae gehört, wird die Hornhaut
vierschichtig beschrieben: Epithel, Stroma, Descementsche Membran und Endothel
(AKHTAR et al., 2013).
Bei Schildkröten unterscheidet sich die Hornhaut von land- und wasserlebenden
Spezies. Bei Testudo spp. ist die Hornhaut dick und enthält eine prominente
Deszementsche Membran (WALLS, 1942). Bei aquatischen Schildkröten ist die
Hornhaut stark gekrümmt, so dass diese über Wasser eine starke dioptrische
Wirkung besitzt. Obwohl die Hornhaut unter Wasser „inaktiv“ ist, können
Wasserschildkröten dort ausreichend fokussieren, allerdings sind sie hier vermutlich
stark weitsichtig (NORTHMORE und GRANDA, 1991).
Bei allen Squamata mit Brille (einschließlich der Schlangen) besteht die Hornhaut nur
aus einem einschichtigen Epithel und ist sehr flach. Durch das Vorhandensein des
Spektakels spielt die Hornhaut als Schutz des Auges hier eine untergeordnete Rolle
(DUKE-ELDER, 1958, KARDONG, 2012; WALLS, 1942).
Bei Krokodilen ist die Hornhaut flach und beteiligt sich kaum an der Lichtbrechung
(SCHWAB et al., 2012). REESE (1915) beschreibt die Hornhaut als fünfschichtig.
Vermutlich spielt bei Krokodilen das Gehör eine größere Rolle bei der
Sinneswahrnehmung als das Sehvermögen (WYNEKEN, 2012).
2.2.4.2. Vordere Augenkammer (Camera anterior bulbi) und mittlere Augenhaut
(Uvea)
Die vordere Augenkammer beinhaltet Teile der Uvea (Iris und Ziliarkörper) und wird
cranial von der Hornhaut und caudal von der Linse bzw. der Iris begrenzt
(BRETZINGER, 1998). Die Uvea posterior (Choroidea) liegt nicht in der vorderen
Augenkammer, wird aber in diesem Abschnitt mit erwähnt.
Einige Autoren betonen, dass bei „exotischen Spezies“ die Tiefe der vorderen
Augenkammer aufgrund der unterschiedlichen Linsengröße und - form stark variieren
kann (KERN und COLITZ, 2013). Der Kammerwinkel ist im Vergleich zu den
Säugern nur sehr schwach entwickelt (UNDERWOOD, 1970). Die Ziliarmuskeln, die
durch ihre Bewegung Form oder Position der Linse, und den Kammerwasserabfluss
regulieren können, sowie die Irismuskulatur sind bei Reptilien quergestreift
(CAPRETTE et al., 2004; KARDONG, 2012; SCHWAB et al., 2012). Die ringförmig
angeordneten Irisgefäße sind bei Reptilien mit guter Akkomodationsleistung
11
Literaturübersicht
(Krokodile, Echsen) stärker ausgebildet als bei jenen mit weniger ausgereifter
Akkomodation (Schildkröten) (DUKE-ELDER, 1958).
Bei Echsen sind die gut entwickelten Ziliarmuskeln in das Choroid eingebettet und
über die Zonulafasern mit den knöchernen Elementen der Sklera verbunden (s.
Abb.1 und 2). Durch die Verbindung der Ziliarmuskeln mit der Linse kann die Form
bzw. Position dieser während der Akkomodation (s. Abb. 2) verändert werden
(WALLS, 1942). Echsen fehlen die Ziliarfortsätze sie besitzen stattdessen eine
„Ziliarwalze“ (JACOBSON, 2007; OFRI, 2002). Generell besitzen tagaktive Echsen
runde Pupillen und nachtaktive Echsen bzw. auch Krokodile mehr ellipsoide Pupillen
(DUKE-ELDER, 1958). Bei manchen Geckoarten (z.B. Gekko gecko) ist der Irisrand
gezackt und enthält perlschnurartig angeordnete feine Löcher. Die Pupille verschließt
sich bei hellem Licht vollständig und lässt dann nur noch punktuell Licht einfallen,
was – unabhängig von der Distanz des Gegenstandes - ein sehr viel schärferes Bild
erzeugt (WALLS, 1942).
Abb. 2:
Vergleichende
schematische Darstellung
der Vorderen
Augenkammer bei Echsen
(A) und Schlangen (B)
(nach CAPRETTE et al,
2004)
Fokussierung bei Echsen (C):
durch Kontraktion der an den
Skleralknöchelchen (so)
verankerten Ziliarmuskeln (bm,
cm) wird über den Ringwulst (ap)
Druck gegen die Lateralseite der
Linse (ln) ausgeübt
Fokussierung bei Schlangen (D):
durch Kontraktion der peripheren
Irismuskulatur (im) wird Druck
auf den Glaskörper (vi) und die
Linse so nach vorne gedrückt
Abk: Ringwulst (an), Ziliarmuskeln (bm), Ziliarkörper (cb), Choroidea (ch),Crompton’s Ziliarmuskel (cm), Conus papillaris
(cp), Hornhaut (co), Lid (el), Fovea (fv), M. dilatator iris (id),M. sphincter pupillae (is), iris Linse (ln); Retina (re),
Skleralknorpel (sc), Sklera (sl), Spektakel (sp), Glaskörper (vi), Zonulafasern (zf)
Bei Vertretern der Wasserschildkröten (Dermochelys coriacea) ist der Kammerwinkel
wie bei allen aquatischen Reptilien eng und tief und der Ziliarkörper wenig entwickelt,
aber gut vaskularisiert (BRUDENALL et al., 2008). Die Rückbildung der Muskulatur
des Ziliarkörpers wird bei aquatischen Lebewesen grundsätzlich als
Adaptionsmechanismus gewertet: der Kammerwasserabfluss wird hier weniger durch
eine mechanische Weitstellung des Kammerwinkels, sondern vielmehr durch einen
12
Literaturübersicht
erhöhten Abfluss über die intraskleralen- und Ziliarkörpergefäße erreicht (NATIELLO
und SAMUELSON, 2005). Es wird vermutet, dass so die Regulation des
Augeninnendruckes durch präzisere Kontrolle der Kammerwasserproduktion
erleichtert wird, was unter Wasser (variierende osmotischen Bedingungen,
äußerliche Druckveränderungen) von Vorteil sein kann.
Bei Schildkröten allgemein reagiert der Irissphinkter sehr viel langsamer auf
Lichteinfall als bei den übrigen Reptilien. Bei einigen Schildkrötenarten (u.a. bei
Terrapene carolina) kann die Irisfarbe je nach Geschlecht variieren (DUKE-ELDER,
1958, GRANDA und STIRLING, 1965).
Bei Schlangen hat sich im Laufe der Evolution die Akkomodationsmuskulatur
weitgehend zurückgebildet, der Ziliarkörper selbst hat sich wie bei Echsen auf einen
kleinen Rest („Ziliarwalze“) reduziert. Der M. transversalis als Teil der
Linsenmuskulatur ist nicht vorhanden (UNDERWOOD, 1970). Die Iris ist auffallend
dick, stark pigmentiert und gut beweglich- durch das Fehlen der Augenlider
übernimmt die Iris einen Großteil der Regulierung des Lichteinfalls (DUKE-ELDER,
1958). Bei bestimmten Baumbewohnern (z.B. Dryophis mycterizans) ist die
Pupillenöffnung länglich ausgezogen und nach nasal verlängert, so dass durch die
parallele Lage zur Fovea das binokulare Sichtfeld erheblich vergrößert wird. Je nach
Schlangenart bzw. Lebensweise variiert die Pupillenform von rund bis schlitzförmig
(WALLS, 1942).
Die Pupille der Krokodile ist ellipsoid und kontrahiert sich bei Lichteinfall zu einem
vertikalen Schlitz (JACOBSON, 2007). Der M. transversalis fehlt hier ebenso wie bei
den Schlangen (UNDERWOOD, 1970).
Das Choroid (Choriocapillaris) versorgt bei allen Reptilien die Retina, welche selbst
keine eigenen Gefäße besitzt (KARDONG, 2012; REESE, 1915). Ein choroidales
Tapetum wie es bei einigen Säugern (Kühe, Schafe, Pferde etc.) vorhanden ist, fehlt
bei Reptilien (MAGGS et al., 2008; OLLIVIER et al., 2004).
2.2.4.3 Linse (Lens oculi)
Die Linse trägt bei den meisten Reptilien neben der Hornhaut maßgeblich zur
Akkomodation bei (CAPRETTE et al., 2004; COLLIN, 1999; HASSNI et al., 1997).
Alle Echsen und Krokodile weisen eine zentrale Verdickung der Linse, den sog.
„Ringwulst“, auf, der die Linse durch die Zonulafasern direkt mit dem Ziliarkörper
verbindet. Bei Schildkröten ist dieser nur sehr schwach ausgebildet, bei Schlangen
fehlt er komplett (DUKE-ELDER, 1958).
Bei Echsen ist der Ringwulst besonders prominent, die Linse steht über die
Zonulafasern in breiter Verbindung mit dem Ziliarkörper (DUKE-ELDER, 1958). Die
Linse variiert in ihrer Größe und ihrem Aufbau zwischen tag- und nachtaktiven
Echsen: bei nachtaktiven Geckos beispielsweise ist sie größer und farblos,
13
Literaturübersicht
wohingegen die Linse von tagaktiven Geckos durch gelbliche Kristalle die Farbe
derselben annimmt (RÖLL, 2001). Einige Echsen und Schildkröten können die Linse
durch den M. transversalis nach nasal bewegen und so binokular sehen (SCHWAB
et al., 2012).
Bei Meeresschildkröten ist die Linse rund oder nahezu kugelig und kann durch die
gut entwickelten Zonulafasern erheblich deformiert werden (BRUDENALL et al.,
2008; DUKE-ELDER, 1958; WALLS, 1942). Die stark ausgeprägte Irismuskulatur
kann die vordere Linsenkapsel so stark deformieren, dass die Linse sich durch die
Pupille in die vordere Augenkammer wölbt, so dass besser akkomodiert oder auch
unter Wasser Licht fokussiert werden kann (BRUDENALL et al., 2008).
Landschildkröten dagegen weisen eine flache Linse auf, die Hornhaut übernimmt bei
terrestrischen Spezies einen Großteil der Lichtrefraktion (WILLIAMS, 2012).
Schlangen fehlt der Ringwulst, lediglich eine subkapsuläre Verdickung der Linse
kann nachgewiesen werden (DUKE-ELDER, 1958). Durch die stark ausgeprägten
Irismuskeln wird die Linse vor- und rückwärts bewegt (s. Abb. 2) (CAPRETTE et al.,
2004; COLLIN, 1999).
Bei Krokodilen setzen die Zonulafasern am Linsenäquator am Ringwulst an, die
Linse ist weich und biegsam (KERN und COLITZ, 2013; WALLS., 1942). Studien
über Refraktion und Augenanatomie der Krokodile lassen vermuten, dass diese über
Wasser gut fokussieren können, während sie unter Wasser nahezu kein scharfes
Bild erzeugen und somit dort auf andere Sinne angewiesen sind (FLEISHMAN et al.,
1988) .
2.2.4.4. Hintere Augenkammer (Camera posterior bulbi) und Netzhaut (Retina)
Die avaskuläre Retina aller Reptilien wird wie oben erwähnt durch Gefäße der
Choroidea (Choriocapillaris) ernährt (KARDONG, 2012). Es bestehen zwischen den
verschiedenen Ordnungen, aber auch innerhalb dieser starke embryologisch
bedingte Unterschiede in der Organisation der retinalen Blutversorgung, auf die an
dieser Stelle nur bei Echsen näher eingegangen wird.
Reptilien haben wie die Säuger eine Netzhaut mit Stäbchen und Zapfen, jedoch je
nach Ordnung in unterschiedlicher Anordnung und Verhältnis (DUKE-ELDER, 1958,
). Durch die vielfältigen ökologischen Veränderungen, z.B. Wechsel von Tagaktivität
zu Nachtaktivität, haben sich bei den Fotorezeptoren auch einige Modifizierungen
ergeben (Zapfen mit Stäbchenfunktion, Expression von atypischen Photopigmenten
etc.) (DAVIES et al., 2009; KAWAMURA und YOKOYAMA, 1997). Eine Fovea ist nur
bei Echsen und Brückenechsen vorhanden (KERN und COLITZ, 2013). Vor der
photosensitiven Schicht befindet sich eine Lage aus Ganglienzellen, amakrinen
Zellen und Interneuronen, die den Zapfen und Stäbchen vorgeschaltet sind
(UNDERWOOD, 1970; WALLS, 1942).
14
Literaturübersicht
Bei tagaktiven Echsen findet man hauptsächlich Zapfen (nur aktiv bei ausreichender
Lichtintensität), während nachtaktive Echsen wiederum vor allem Stäbchen
aufweisen („skotopisches“ Sehen, kein Farbsehen). Laut ARMENGOL (1988) findet
man bei nokturnen Echsen bei einigen Arten (z.B. Gekko gecko) ausschließlich
Stäbchen. Chamaeleons haben eine rein Zapfen- besetzte Retina, die den tagaktiven
Lauerjägern ein präzises Schießen ermöglicht. BENNIS et al. (2005) widerlegen
diese Theorie, indem sie eine rein morphologische Unterscheidung von Zapfen und
Stäbchen für unmöglich halten. Eine Besonderheit ist der Conus papillaris, eine
fingerförmige, stark vaskularisierte Ausstülpung ektodermalen Ursprungs, die vom
Sehnervenkopf in die Glaskörper hineinragt- äquivalent dem Pecten der Vögel
(BRUDENALL et al., 2008; KARDONG, 2012; OLLIVIER et al., 2004).
Schildkröten haben Zapfen und Stäbchen, wobei die Zapfen überwiegen (DUKEELDER, 1958). Ein Conus papillaris existiert nur noch rudimentär (BELLHORN,
1997).
Schlangen haben eine Netzhaut bestehend aus Zapfen und Stäbchen, wobei bei
einigen Schlangen ausschließlich oder überwiegend Zapfen vorkommen (KERN und
COLITZ, 2013). Auch bei den meisten Schlangen bildet sich der Conus papillaris
während der embryonalen Entwicklung zurück und ist am Fundus nur noch als eine
kleine pigmentlose Erhebung sichtbar. Bei Vipern ist er dagegen noch komplett
ausgebildet (BELLHORN, 1997).
Bei Krokodilen überwiegen die Stäbchen, wobei in der Umgebung der Fovea
centralis ausschließlich Zapfen gefunden wurden (REESE, 1915). Als Besonderheit
befinden sich im Netzhautepithel der Krokodile Guaninkristalle, die ein halbrundes
hyperreflektives Tapetum bilden (WALLS, 1942).
2.2.5. Sehvermögen
Bereits die unterschiedliche Anordnung der Augäpfel bei verschiedenen Arten (z.B.
Krokodile dorsal, Pythons lateral) und die Breite an unterschiedlichen
Verhaltensmustern (tag- und nachtaktiv), lassen stark variierende Akkomodationsund Sehfähigkeiten erahnen (WILLIAMS, 2012). Weiterführende Modifizierungen der
Sinnesorgane (Parietalorgan, Grubenorgane) spielen bei der optischen
Wahrnehmung auch eine wichtige Rolle, werden hier aber nicht weiter erläutert.
Es wird kontrovers diskutiert, ob Reptilien zu binokularem Sehen befähigt sind
(WILLIAMS, 2012). Einige Schildkröten und Echsen sind durch den gut
ausgebildeten M. transversalis zu einer medialen Verlagerung der Linse befähigt,
was zumindest annähernd zu einem binokularen Bild führt (SCHWAB et al., 2012).
Und obwohl durch die laterale Anordnung der Augen Schlangen binokulares Sehen
eigentlich unmöglich erscheint, haben Untersuchungen gezeigt, dass die
15
Literaturübersicht
Beuteerkennung bei
WOODWARD, 2001).
einäugigen
Schlangen
verzögert
war
(GRACE
und
Bei Echsen führen punktuelle Ansammlungen von Zapfen (Foveae) auf der Netzhaut
zu einem schärferen Bild (SCHWAB et al., 2012). Sogenannte „Öltröpfchen“ sind bei
Schildkröten und Echsen in den Zapfen vorhanden, welche die Sensitivität der
Netzhaut modifizieren, indem sie wie kleine Filter agieren und so Gegenstände bzw.
Umrisse detailierter erkennen lassen. Es wird außerdem diskutiert, dass diese „oil
droplets“ als UV- Schutz dienen (GRANDA und HADEN, 1970; SCHWAB et al.,
2012; UNDERWOOD, 1970). Chamaeleons (Chamaeleo dilepis) sind zu einer
unvergleichlich guten Fokussierung befähigt: Die Linse hat eine negative Refraktion,
wodurch das Bild auf der Netzhaut vergrößert und somit schärfer wird, und zeigt eine
sehr schnelle Akkomodation (bis zu 60 Dioptrin pro Sekunde) (OTT und
SCHAEFFEL, 1995).
Das Farbensehen bei Reptilien wird kontrovers diskutiert- zwar spricht die Anzahl der
Photopigmente in den Zapfen dafür, dass zumindest tagaktive Reptilien Farben
unterscheiden können, aber die Interpretation, ab welcher Wellenlänge welche
Farben differenziert wahrgenommnen werden, ist durch das oft stoische Verhalten
limitiert (KARDONG, 2012; WYNEKEN, 2012).
2.3. Augenuntersuchung bei Reptilien
Die Augen gelten im Allgemeinen als „das Barometer der Allgemeingesundheit“ bei
Reptilien, und sollten deshalb stets fester Bestandteil der klinischen Untersuchung
sein. Ungünstige Haltungs- oder andere Umweltbedingungen können die
Augengesundheit beeinträchtigen, und somit kann ein ophthalmologischer Befund
Hinweise auf Haltungsfehler liefern (LAWTON, 2006). Generell ist die
Augenuntersuchung bei Reptilien dadurch erschwert, dass physiologische und
pathologische Befunde und der klinische Verlauf von Erkrankungen unter den
verschiedenen Spezies durch anatomische Besonderheiten stark variieren können
(MILLICHAMP, 1997).
Untersuchungsgang
Wie bei anderen Patienten sollte die Augenuntersuchung stets einem festen Schema
folgen. Beide Augen sollten vergleichend untersucht werden, wobei möglichst mit
dem gesunden Auge begonnen wird. Zunächst werden die Lider soweit einsehbar
begutachtet, dann der Tränenfilm und anschließend der Augapfel. Danach erfolgt die
detaillierte Untersuchung der Hornhaut, der vorderen Augenkammer, der Iris, der
Linse und zuletzt des Fundus (LAWTON, 2006). Da viele Reptilien stressempfindlich
reagieren bzw. eine Fixation nicht gewohnt sind, sollte die Augenuntersuchung so
ruhig und zügig wie möglich ablaufen (MAGGS et al., 2008).
16
Literaturübersicht
Reflexe
Obwohl CHRISMAN et al. (1997) bei Meeresschildkröten in der allgemeinen
neurologischen Untersuchung verlässliche Ergebnisse erzielten, sind die Reaktionen
der Drohantwort, des Lidreflexes sowie der Pupillarreflexe mit Vorsicht zu
interpretieren, da viele Reptilien keine reproduzierbaren Reflexantworten zeigen
(CULLEN et al., 2000). In Tab. 3 sind die relevanten Kopfnerven mit den
dazugehörigen Reflexen bei Reptilien zusammenfassend dargestellt.
Tab 3: Reflexe im Rahmen der Augenuntersuchung beim Reptil nach MADER
(2012) und WYNEKEN (2007)
FUNKTION (AUGE)
NERV
ZUGEHÖRIGER TEST
Sehnerv, Weiterleitung der
Signale von der Retina in das
optische Tectum
N. opticus (II)
Augenbewegung/- fixierung,
Akkomodation, Steuerung Ziliarkörper
N. oculomotorius Pupillarreflex,
Prüfen
der
(III)
Koordination der Augenbewegung
Lidbewegung,- koordination
N. facialis (VII)
Pupillarreflex (nichtkonsensuell), Drohantwort
Drohantwort
Sensorik
(Augenumgebung), N. trigeminus (V)
Innervation Hornhaut
N. facialis (VII)
Lidreflex, (Cornealreflex)
Augenbewegung
(v.a.
M. N. trigeminus (V)
retractor oculi, Blickbewegung N. facialis (VII)
nach caudal)
N. abducens
Retractor Oculi Reflex (Berührung
der
Hornhaut
resultiert
in
Bulbusretraktion)
Diagnostische optische Hilfsmittel
Eine optische Vergrößerung der orbitalen Strukturen ist bei den meisten
Reptilienpatienten aufgrund der geringen Größe der Augen unumgänglich. Bei
Echsen und Schlangen kann zur Differenzierung zwischen der vorderen
Augenkammer und der Brille (Spektakel) ein Biomikroskop (Spaltlampe, Lupe)
hilfreich sein (DAVIDSON, 1985).
Die Untersuchung der vorderen Augenkammer, der Hornhaut, aber auch der
umgebenden orbitalen Strukturen sowie des Fundus kann mittels direkter oder
indirekter Ophthalmoskopie oder Spaltlampe durchgeführt werden. Verschiedene
Autoren schlagen Linsen von 30 bis 90 D für die indirekte Ophthalmoskopie vor
(LAWTON, 2006; MAGGS et al., 2008; WILLIAMS, 2012).
17
Literaturübersicht
Durch die quergestreifte Irismuskulatur und die meist geringe Größe der
Pupillenöffnung im Vergleich zum Augenhintergrund ist die Funduskopie gerade bei
kleinen Arten nur bedingt möglich. Herkömmliche topische Mydriatika wie Atropin
oder Tropicamid zeigen bei Reptilien wie auch bei den Vögeln keine Wirkung
(MADER, 2012). Mydriasis durch intrakamerale Injektion von Curare oder – derivaten
ist beschrieben, birgt aber Verletzungs- und Infektionsrisiken bei der Punktion der
Augenkammer (MAGGS et al., 2008). Andere nicht- depolarisierende
Muskelrelaxantien (z.B. Rocuroniumbromid) wurden erfolgreich zur Mydriasis bei
Greifvögeln angewendet (BARSOTTI et al., 2012), aber eine Übertragung der
Ergebnisse (z.B. Wirkung, Nebenwirkung, Dosierung) auf Reptilien ohne klinische
Evaluierung ist nicht anzuraten (MAGGS et al., 2008). Bei Echsen wird die
Beurteilung der Retina bzw. Papille zusätzlich durch den Conus papillaris erschwert,
da dieser den Sehnervenkopf verdeckt (DUKE-ELDER, 1958).
Weiterführende Diagnostik
Die Evaluierung der Tränenfilms bei Reptilien stellt sich gerade bei kleinen Spezies
schwierig dar: der in der Kleintiermedizin routinemäßig verwendete Schirmer- Tränen
-Test (STT) ist bei den meisten Reptilienspezies zu groß für den Lidspalt. Außerdem
ist zu erwarten, dass die produzierte Tränenmenge zu gering ist, um ausreichend
aufgesaugt zu werden und einen Farbumschlag zu erzeugen (WILLIAMS, 2012). Für
kleine Patienten wird der Phenolrot- Test (PRT) empfohlen, da er sehr viel filigraner
ist und auch nur 15 Sekunden im Bindehautsack verbleiben muss- er scheint deshalb
optimal für stressanfällige Patienten (MAGGS et al., 2008; WILLIAMS, 2012). Für
beide genannten Methoden gibt es in der aktuellen Literatur keinerlei Referenzwerte
für Reptilien (KERN und COLITZ, 2013; MAGGS et al., 2008). WILLIAMS (2012)
empfiehlt ggf. das unveränderte Auge als „Referenz“ zu verwenden bzw. Partnertiere
zum Vergleich heranzuziehen.
Auf die Funktionsweise der genannten Tränentests, auf Alternativen und auf deren
Anwendung bei Reptilien bzw. anderen Exoten wird im Kapitel 2.7. genauer
eingegangen.
Die Messung des Augeninnendrucks ist ähnlich diffizil bei kleinen Spezies: die
kleinen Augen und der folglich kleinere Hornhautdurchmesser erschweren den
Messvorgang unabhängig vom Messverfahren. Während das Applanationstonometer
TonoPen® für kleine Spezies (Hornhautdiameter < 5 mm) nach WILLIAMS (2012)
völlig ungeeignet scheint, ist das Reboundtonometer TonoVet® für diese besser
geeignet (JEONG et al., 2007). Auch bezüglich des Augeninnendrucks fehlen
Normwerte für die meisten Reptilien (MADER, 2012; MAGGS et al., 2008);
WILLIAMS (2012) behauptet aber, dass eine gewisse Diagnosefindung (z.B.
„Glaukom oder Uveitis“) möglich sei, da der Praktiker zwischen „hoch“ (>20 mmHg)
und „niedrig“ (< 10 mmHg) unterscheiden kann. Auch auf die verschiedenen
18
Literaturübersicht
Tonometer und deren Anwendung bei Reptilien wird an anderer Stelle näher
eingegangen (Kap. 2.5.).
Andere diagnostische Hilfsmittel wie Fluoresceinfärbung, Zytologie, Bakteriologie
oder auch Histopathologie können weitgehend vom Kleintier übernommen werden
und liefern in vielen Fällen wertvolle Hinweise (LAWTON, 2006; MAGGS et al.,
2008). Bei Schlangen kann mittels Zystozentese infektiöses Material zum
Erregernachweis aus dem subspektakulären Raum gewonnen werden sowie die
Durchgängigkeit des Harderschen Ganges durch Instillation von Fluoreszein geprüft
werden (MADER, 2012). Für eine bessere Darstellung des Bulbus bzw. retrobulbärer
Prozesse kann außerdem die Sonographie (10 mHz Sonde) hilfreich sein (DARROW
et al., 2013; HOLLINGSWORTH et al., 2007; LAWTON, 2006).
2.4. Augeninnendruck
Der Augeninnendruck (intraokulärer Druck, IOD) ist der physikalische Druck, der von
Innen auf die Bulbushüllen einwirkt und ist Resultat des (dynamischen)
Gleichgewichts zwischen Kammerwasserproduktion und – abfluss (KRUPIN et al.,
1985; MILLER, 2008).
Sinn des Augeninnendrucks ist es, die refraktierenden Strukturen im Inneren des
Augapfels in ihrer Lage und Form zu stabilisieren und die Fotorezeptoren auf der
Netzhaut auszurichten (GLENWOOD und MACKAY, 2013).
Die heute gebräuchliche Einheit für den IOD in der Augeninnendruckmessung ist
Millimeter- Quecksilbersäule (mmHg; 1 mmHg = 133,322 Pascal) (RUMBERGER,
2008).
2.4.1 Produktion und Verteilung des Kammerwassers
Das Kammerwasser wird durch die Ziliarfortsätze, bei Schlangen und Echsen durch
die „Ziliarwalze“ produziert (DUKE-ELDER, 1958; MILLICHAMP et al., 1983).
Ein Großteil des Kammerwassers ist Blut, das aktiv durch die Kapillaren der
Fortsätze des Ziliarkörpers gebildet wurde („Plasmaultrafiltrat“), nur ein kleiner Anteil
gelangt durch passive Diffusion und Ultrafiltration in die vordere und hintere
Augenkammer. Die Zusammensetzung des Kammerwassers ist grundsätzlich
ähnlich der des Serums (Proteine, Immunglobuline, Enzyme, Lipide), wohingegen
der Anteil der aktiv transportierten Bestandteile (z.B. Aminosäuren) meist höher ist
als im Blutserum. Je nach metabolischen Anforderungen der Hornhaut und Linse
variiert diese Zusammensetzung zwischen den Spezies (KARDONG, 2012; OFRI,
2002).
Das Kammerwasser fließt aus der hinteren Augenkammer via Pupille in die vordere
Augenkammer, wo es die avaskuläre Linse und Hornhaut ernährt bzw. deren
Stoffwechselprodukte entsorgt. Der Abfluss des Kammerwassers kann auf zwei
19
Literaturübersicht
verschiedenen Wegen erfolgen: Der konventionelle (corneosklerale) Abfluss erfolgt
über den iridocornealen Winkel. Hier wird das Kammerwasser via Schlemm´schen
Kanal und Fontana- Räume aus der vorderen Augenkammer über Poren und Kanäle
in das venöse System der Sklera abgeleitet. Der unkonventionelle (uveosklerale)
Weg erfolgt durch Diffusion des Kammerwassers durch die Ziliarkörper und die Uvea
anterior in die suprachorioidalen Räume und dann in die Sklera (OFRI, 2002).
Auch in der Ausprägung des Ziliarkörpers bzw. der Tiefe der vorderen Augenkammer
bestehen Unterschiede zwischen den Reptilienspezies, die aus verschiedenen
Lebensweisen
(nachtaktiv,
tagaktiv,
herbivore
Ernährung
etc.)
bzw.
unterschiedlichen
Akkomodationsmechanismen
resultieren
(OFRI,
2002;
SAMUELSON, 1996).
2.4.2 Regulierung des Augeninnendrucks
Physiologischerweise herrscht ein „Steady- State“ des Augeninnendrucks, der durch
ein Gleichgewicht zwischen Kammerwasserproduktion und – abfluss aufrechterhalten wird. Allerdings kann die Kammerwasserproduktionsrate durch die
unterschiedliche Anatomie der vorderen Augenkammer (je tiefer diese, desto mehr
Kammerwasser wird produziert) bzw. des Ziliarapparates, aber auch durch sich
unterscheidende Stoffwechselvorgänge variieren (KORBEL et al., 1998; OFRI,
2002).
Die Regulation der Kammerwasserproduktion bzw. des- abflusses auf Tierebene
erfolgt durch komplexe hormonelle, nervale und mechanische Vorgänge. Beim
Säuger sind dies neben zentral, sympathisch bzw. parasympathisch (α2 und β2)
gesteuerten Mechanismen vermutlich auch Renin- Angiotensin- assoziierte und
andere hormonelle Vorgänge (GRÜB und MIELKE, 2004). Auf enzymatischer Ebene
kann man, beispielsweise mittels Carboanhydrase, bei der Glaukomtherapie
hemmend in die Kammerwasserproduktion eingreifen (GLENWOOD und MACKAY,
2013) .
Aus physikalischer Sicht hängt die Kammerwasserproduktion vom Blutdruck in den
Ziliargefäßen, der Einflussfazilität und dem IOD ab. Umgekehrt ist der
Kammerwasserabfluss abhängig vom Druck in den Episkleralgefäßen, der
Abflussfazilität und dem IOD (RIVA et al., 2002).
2.4.3. Pathologie des Augeninnendrucks und klinische Relevanz bei Reptilien
Die „Okuläre Hypertension“ ist nicht mit dem „Glaukom“ gleichzusetzen. Während die
okuläre Hypertension fast immer eine Druckerhöhung durch einen behinderten
Kammerwasserabfluß darstellt, ist das Glaukom vielmehr ein Überbegriff für
druckbedingte Erkrankungen des Auges, die mit einer Zerstörung der Retinazellen
sowie der Axone des Sehnervs und nicht selten einem Visusverlust einhergehen
(FASCHINGER und NELL, 2007). Ein Glaukom muss nicht zwingend eine IOD20
Literaturübersicht
Erhöhung aufweisen, allerdings sind die meisten Glaukomformen (s. Tab. 4) beim
Tier mit einer Hypertension verbunden bzw. diese stellt einen Risikofaktor dar
(FASCHINGER und NELL, 2007; OFRI, 2002).
Eine weitere Unterteilung beinhaltet den Kammerwinkel: ist dieser beim vorliegenden
Glaukom offen spricht man von einem „Offenwinkelglaukom“, ist er verengt oder gar
geschlossen, spricht man von einem „Winkelblockglaukom“ (FASCHINGER und
NELL, 2007).
Klinisch zeichnet sich ein Glaukom beim Säuger durch gerötete Bindehäute, eine
weite Pupille und (häufig) eine Erhöhung des Augeninnendruckes aus. Besteht
dieser Zustand bereits chronisch, können zusätzlich Haab´sche Linien bzw. ein
Ödem auf der Hornhaut entstehen, unter Umständen kommt es zu einer
Expositionskeratitis. Schmerzen können, müssen aber nicht geäußert werden; wann
es zu einer Seheinschränkung oder Erblindung kommt variiert je nach Ursache und
Verlauf (FASCHINGER und NELL, 2007).
Tab. 4: Klassische Einteilung des Glaukoms beim Säuger (nach PLUMMER et
al., 2013)
Bezeichnung
Ursache
Auftreten
Primärglaukom
Vermutlich vererbte Missbildung (Verengung) des
iridokornealen Winkels
oder
Ablagerungen
im
Trabekelwerk
fast immer bilateral
Sekundärglaukom
(Mechanische) Behinderung des Kammerwasserabflusses durch eine okuläre Erkrankung (z.B. Uveitis,
Linsenluxation, Hyphäma etc.)
Uni- oder bilateral
je nach Ursache
Kongenitales
Glaukom
Angeborene Missbildung des Trabekelwerks bzw. des
iridokornealen Winkels
Uni- oder bilateral
Bei der okulären Hypotension ist der IOD krankhaft erniedrigt und meist Folge bzw.
Begleiterscheinung einer akuten oder chronischen Uveitis. Wenn Synechien
(Verklebungen der Iris) entstehen, kann der IOD allerdings graduell steigen und so
zu einem Sekundärglaukom führen (BJERKÅS, 2013; WILLIAMS et al., 2006).
Bisher wurden weder erworbene (CHITTICK und HARMS, 2001; SELLERI et al.,
2012; SELMI et al., 2002, 2003) noch angeborene (SABATER und PÉREZ, 2012)
Glaukomfälle bei Reptilien beschrieben, was vermutlich damit zusammenhängt, dass
nur wenige Normwerte für Reptilienspezies existieren und der Augeninnendruck so
gar nicht erst gemessen bzw. eine Erhöhung diagnostiziert wurde (DELGADO et al.,
2013). Aber auch die Fixation des Patienten für den Messvorgang und die geringe
Größe vieler Reptilien erschweren die Glaukomdiagnostik (OFRI, 2002). DARROW
21
Literaturübersicht
et al. (2013) merken zudem an, dass eine Augeninnendruckerhöhung bei Patienten
mit Skleralringen möglicherweise nicht parallel zum klinischen Verlauf fortschreitet,
da eine Druckerhöhung durch eben solche verschleiert wird (Formstabilität,
Widerstand).
Auch über einen krankhaft erniedrigten IOD, sprich über hypotensive Zustände bei
Reptilien, finden sich in der zugänglichen Literatur keine Berichte.
2.4.4. Potentielle Einflussfaktoren auf den Augeninnendruck in der Klinik
Der intraokuläre Druck kann kurz- oder langfristig durch eine Vielzahl von inneren
und äußeren Faktoren beeinflusst werden, die sich je nach Messgerät
unterschiedlich stark in den gemessenen Werten niederschlagen (TONNU et al.,
2005) und bei der Interpretation von Messwerten in der Klinik beachtet werden
sollten.
2.4.4.1. Alter
Bei Alligatoren, Lamas sowie Rhesusaffen zeigte sich bei Jungtieren verglichen mit
Adulten ein höherer IOD (NUHSBAUM et al., 2000; DE ROUSSEAU und BITO,
1981; WHITTAKER et al., 1995). In der Studie von DE ROSSEAU und BITO (1981)
konnte ein stetiger Abfall des IOD in der Entwicklung von juvenilen zu adulten
Rhesusaffen festgestellt werden. Hier wurde ein erhöhter Augeninnendruck als
möglicherweise notwendige Vorraussetzung für die Augenentwicklung (Aufbau der
Augenschichten) diskutiert. Aus anatomischer Sicht wiederum verlieren Hornhaut
sowie Sklera mit zunehmendem Alter an Elastizität, was bei Menschen mit einer
Erhöhung des IOD mit zunehmendem Alter verknüpft war (PALLIKARIS et al., 2005).
REUTER et al. (2011) erklärten sich damit sowie mit einer altersbedingt erhöhten
Hornhautdicke (CCT) einen höheren IOD bei verschiedenen adulten Greifvogelarten
verglichen mit juvenilen Tieren.
Scheinbar keinerlei Alterseinfluss ließ sich u.a. bei Tonometriestudien mit Löwen
(OFRI et al., 1999), Meerschweinchen (COSTER et al., 2008) oder Vogelstraußen
(GHAFFARI et al., 2012a) feststellen.
2.4.4.2. Geschlecht/ Reproduktionsstatus
SELMI et al. (2002) halten- basierend auf ihrer Tonometriestudie mit
Köhlerschildkröten- einen Effekt des Geschlechts auf den IOD bei Reptilien für
unwahrscheinlich. Tatsächlich konnte in den meisten Studien, z.B. bei Kaninchen
(PEREIRA et al., 2011), Waldschildkröten (SELMI et al., 2003) oder Alligatoren
(WHITTAKER et al., 1995) kein signifikanter Geschlechtseinfluss auf den IOD
festgestellt werden. OFRI (1999) dagegen konnte in der lutealen Phase, also unter
verstärktem Progesteroneinfluss, einen erhöhten IOD bei Löwinnen feststellen. Bei
22
Literaturübersicht
Kaninchen ergaben sich nach exogener, antagonisierbarer Progesteronapplikation
gleiche Ergebnisse (KNEPPER et al., 1985).
Letztere Autoren vermuteten eine durch katabole Steroide ausgelöste Steigerung der
Synthese von Chondroitinsulfaten, die im iridokornealen Winkel akkumulieren und
dort für einen erhöhten Widerstand sorgen (KNEPPER et al., 1985). Allerdings bleibt
die Bedeutung assoziierter Faktoren wie Geschlechtsreife, tierartunterschiedlicher
Konzentration der Geschlechtshormone bzw. anderer Hormone laut OFRI (2002)
weiter unklar.
2.4.4.3. Tageszeit
Bei Greifvögeln konnten über den Tag betrachtet physiologische IODSchwankungen bis zu 2 mmHg nachgewiesen werden (REUTER et al., 2011). Viele
Autoren stellten zudem mehr phasisch verlaufende diurnale IOD- Veränderungen
fest: bei Kaninchen, Hühnern sowie bei Labormäusen konnte morgens ein signifikant
niedriger Augeninnendruck festgestellt werden (PEREIRA et al., 2011; PRASHAR et
al., 2007; SAEKI et al., 2008). Einige Autoren vermuten eine lichtassoziierte
Fluktuation des IOD (Hell- Dunkel Rhythmus) (PEREIRA et al., 2011), womit auch
die IOD- Unterschiede zwischen tages- und nachtaktiven Tieren zu erklären wären
(JEONG et al., 2007). SUGIMOTO et al. (2006) konnten den biphasischen Verlauf
des IOD bei Mäusen durch künstlich verlängerte Hell- und Dunkelphasen
ausschalten. PEREIRA et al. (2011) geben grundsätzlich zu bedenken, dass der
Effekt der Tageszeit- gerade in den nächtlichen Stunden- schwierig zu evaluieren
sei, da solche Studien strengen Bedingungen (genaues Lichtregime, Messvorgang
im Dunklen) unterliegen müssen.
Auch wenn diese Studien speziesabhängige, natürliche Verlaufskurven des IOD
vermuten, bleiben Licht- bzw. tageszeitliche Einflüsse auf den IOD bei Reptilien noch
weitgehend ungeklärt (WHITTAKER et al., 1995).
2.4.4.4. Gewicht und Körpergröße (Schnauzen- Schwanz- Länge)
Die Beeinflussung des IOD durch Körperdimensionen ist bei Reptilien und anderen
Tierarten beschrieben (NUHSBAUM et al., 2000; SELLERI et al., 2012; WHITTAKER
et al., 1995). Bei griechischen Landschildkröten konnte ein schwacher negativer
Zusammenhang zwischen Körpergewicht und IOD nachgewiesen werden (SELLERI
et al., 2012). In der Studie von WHITTAKER et al. (1995) war die SchnauzenSchwanzlänge (S-S) bei Alligatoren (< 120 cm) negativ mit dem IOD korreliert. Da
aber gleichzeitig das Alter mit S-S korrelierte, postulierten die Autoren einen
Zusammenhang von IOD mit dem Alter, basierend auf dem Körperwachstum.
Bei Igeln sowie Pflanzenfressern konnte dagegen kein Zusammenhang von IOD und
Körpergewicht festgestellt werden (GHAFFARI et al., 2012b; OFRI et al., 1998).
23
Literaturübersicht
Auch SELMI et al. (2002) fanden bei Köhlerschildkröten keinen Einfluss der
Carapaxlänge auf den IOD.
2.4.4.5. Umgebungstemperatur und Jahreszeit (Hibernation)
Da die Außentemperatur bei wechselwarmen Tieren physiologische Vorgänge, u.a.
die Aktivität, Wachstumsrate oder Herzfrequenz (ADOLPH und PORTER, 1996;
GRIGG et al., 1979; MARVIN, 2003) beeinflusst, wirkt sie sich vermutlich auch auf
den Augeninnendruck aus (SELMI et al., 2002; WHITTAKER et al., 1995).
Die Jahres- bzw. Aktivitätszeit kann, da sie eng mit der Umgebungstemperatur
verknüpft ist, auch einen Einfluss auf den IOD haben: Bei Leopardgeckos
beispielsweise zeigte sich ein signifikant höherer IOD während der Winterruhe (DI
GIROLAMO et al., 2013).
Die meisten Tonometriestudien bei Reptilien wurden aus Gründen der
Repräsentativität innerhalb der POTZ (Preferred Optimum Temperature Zone)
durchgeführt (SELMI et al., 2002; 2003).
2.4.4.6. Anästhesie/ Lokalanästhesie (LA)
Bei Menschen konnte eine Erniedrigung des IOD durch verschiedene
Lokalanästhetika nachgewiesen werden (ALMUBRAD und OGBUEHI, 2007). Eine
mögliche Erklärung könnte eine Auswirkung des Lokalanästhetikums auf die
Hornhauteigenschaften sein- in einer Humanstudie zeigte sich z.B. eine
vorübergehende Veränderung der Hornhautdicke (CCT) nach LA- Applikation (NAM
et al., 2006). Bei Kaninchen dagegen konnte kein Unterschied zwischen IOD- Werten
mit LA und ohne LA gemessen nachgewiesen werden (DINSLAGE et al., 1998).
Da der Augeninnendruck indirekt auch durch den Zug der Augenmuskeln, den
Lidschluss und die Tätigkeit des M. retractor bulbi beeinflusst wird, kann eine
Allgemeinanästhesie, z.B. durch die Muskelrelaxation, auf den IOD einwirken
(GHAFFARI et al., 2012a; OFRI, 2002). Es gibt in der Literatur allerdings keine
einheitliche Aussage bezüglich der verschiedenen Narkotika. Das häufig eingesetzte
Ketamin beispielsweise hatte bei Löwen keine Wirkung auf den IOD (OFRI et al.,
1999), während bei Rotwangenschmuckschildkröten eine Erniedrigung (DELGADO
et al., 2013) und bei Katzen eine Erhöhung (HAHNENBERGER, 1976) des IOD
unter Ketamineinfluss beobachtet wurde. MOORE et al. (1995) zeigten, dass eine
einmalige Inhalationsnarkose mit Isofluran den IOD bei Ratten nicht veränderte, eine
wiederholte Inhalation diesen aber erniedrigte.
24
Literaturübersicht
2.4.4.7. Körperhaltung/ Fixation
Durch starke manuelle Fixation an Kopf oder Hals kann es zu einem Druck auf die
Jugularvene und folglich zu einer IOD- Erhöhung kommen (KLEIN et al., 2011;
PAULI et al., 2006). Der Druck auf die Venen im Kopfbereich (Episkleralvenen)
erhöht den Widerstand für den Kammerwasserabfluss (TENG et al., 2003). Auch bei
Rotwangenschmuckschildkröten stieg der IOD bei Fixation im Nacken, wohingegen
die Fixation der Nasenregion keinen Effekt auf den IOD hatte (DELGADO et al.,
2013).
Die Körperposition bzw. die Kopfhaltung (über bzw. unter Herzniveau) hat den IOD
bei Pferden signifikant beeinflusst (BROADWATER et al., 2008; KOMÁROMY et al.,
2006). Bei Greifvögeln zeigten sich ähnliche Ergebnisse- diese erklärten die Autoren
mit möglichen anatomischen Unterschieden des Schlemm- Kanals, der bei Vögeln
deutlich weiter als bei Säugern ist (effizienterer Kammerwasserabfluss) (REUTER et
al., 2011). Meeresschildkröten zeigten einen variierenden IOD je nach Körperposition
(CHITTICK und HARMS, 2001).
2.4.4.8. Sonstige Faktoren
Grundsätzlich werden noch eine Reihe weiterer Faktoren diskutiert, die die IODMessung beeinflussen können- u.a. Übergewicht, Jahreszeit, Rasse (OFRI et al.,
1999), mehrmalige Messungen (MOORE et al., 1995), Stress (PRASHAR et al.,
2007) oder der Blutdruck (GLENWOOD und MACKAY, 2013).
Bei Schildkröten kann vermutlich durch Fokussierung des Messkopfes während der
Messung der Bulbus leicht verformt und somit der IOD beeinflusst werden (SELLERI
et al., 2012).
Der „Tonographieeffekt“ beschreibt die Erhöhung des IOD durch den Messvorgang
an sich. Durch die Krafteinwirkung des Messgerätes oder durch eine
fixiationsbedingte Kompression der Augenlider können die Bulbushüllen komprimiert
werden und der IOD steigt kurzzeitig an. Im Folgenden kommt es zu einem erhöhten
Kammerwasserabfluss und somit wiederum zu einer IOD- Erniedrigung. Je nach
Dauer des Messvorgangs bzw. eingesetztem Tonometer variiert der Einfluss auf den
IOD (WHITACRE und STEIN, 1993).
2.5. Messverfahren zur Erhebung des Augeninnendrucks
Der Augeninnendruck kann entweder direkt invasiv (Manometrie) oder indirekt nichtinvasiv (Tonometrie) erfasst werden. Die veraltete digitale Palpation des Auges wird
heute nicht mehr zum Nachweis einer okulären Hypertension verwendet
(KNIESTEDT et al., 2008), sie scheint außerdem gerade bei Vögeln und Reptilien
aufgrund der Tarsi im Unterlid sowie der Skleralringe ungeeignet (KORBEL, 1995).
25
Literaturübersicht
In diesem Abschnitt wird die Auswahl der Tonometer auf die gängigen Tonometer in
der Veterinärmedizin beschränkt.
2.5.1. Manometrie
Die Manometrie am Auge misst den tatsächlichen IOD invasiv und präzise und wird
deshalb allgemein als Referenzmethode für die Erfassung des Augeninnendrucks
angesehen (KNIESTEDT et al., 2008; LÖBLER et al., 2011; PETERSON et al.,
1996).
Der Druck im Auge ist höher als der Luftdruck. Platziert man nun per Parazentese
eine Nadel in der vorderen Augenkammer, fließt Kammerwasser aus dem Auge in
ein angeschlossenes Flüssigkeitsreservoir. Die beiden Drücke (im Auge und in der
Luft) wirken nun jeweils auf den anderen Flüssigkeitsspiegel und aus deren Differenz
kann der gewünschte Druck kalkuliert werden. Entweder findet der Druckunterschied
Ausdruck in einer Quecksilber- oder Wassersäule (Gravitationstonometrie) oder
mechanisch durch die Verschiebung eines Kolbens bzw. einer Membran (elastisches
Manometer) (KNIESTEDT et al., 2008; RUMBERGER, 2008).
Hauptsächlich wird die Manometrie (in vivo oder ex vivo) zur Kalibrierung von
Tonometern verwendet (DELGADO et al., 2013; LÖBLER et al., 2011; REUTER et
al., 2010). Im experimentellen Bereich wird sie aber auch für Reihenmessungen,
pharmakologische Studien (Einfluss von Medikamenten auf den Augeninnendruck
oder die Hornhaut) oder Untersuchungen von physiologischen Vorgängen (z.B.
Kammerwasserdynamik) eingesetzt (ELLINGSEN und GRANT, 1971; SAEKI et al.,
2008). Im klinischen Bereich wird die invasive Messung mittels Manometer nicht
routinemäßig angewendet - sie birgt zu viele Verletzungsrisiken, ist recht aufwendig,
und kann u.a. durch Austritt von Kammerwasser die Messergebnisse verfälschen
(RUMBERGER, 2008).
2.6.2 Tonometrie
Tonometer sollen den IOD nicht- invasiv messen und benutzen hierbei die einzig
zugängliche Verbindung zum Augeninneren: die Hornhaut (KNIESTEDT et al., 2008).
Der Druck im Augeninneren als Folge der Hämostase wird zu allen Seiten und in alle
Richtungen gleich verteilt (Prinzip von Blaire Pascal 1623-1662). Dem Messprinzip
der meisten Tonometer liegt folgende Überlegung zugrunde: Die Kraft, die man an
der äußeren Hornhaut anwendet spiegelt den Druck auf der Ebene des Endothels
und folglich den Druck in der vorderen Augenkammer bzw. im Glaskörper wider (DE
MORAES et al., 2008).
Während viele Tonometer den Druck durch eine indirekte Krafteinwirkung messen
(Applanations- und Indentationstonometer), erfassen dynamische Konturtonometer
den Druck direkt ohne die Hornhaut zu beeinflussen. Alle Tonometer haben Vor- und
Nachteile und keines ist bisher in gleicher Weise ideal bzw. fehlerfrei für alle
26
Literaturübersicht
Tierarten (DE MORAES et al., 2008). In Tab. 5 wird ein Überblick über die gängigen
Tonometer in der Veterinärmedizin und deren Messprinzip gegeben. Die
Funktionsweise und Anwendung der beiden in dieser Dissertation verwendeten
Tonometer werden unter Material und Methoden genauer erläutert.
Tab. 5: Überblick über gängige Tonometer (inklusive bisheriger Anwendung bei
Reptilien) und deren Vor- und Nachteile (nach DE MORAES et al., 2008)
Anwendung
bei Reptilien
Tonometer
Funktionsweise
LSK (SELLERI et
al., 2012)
ICARE TonoVet
Reboundverfahren:
aus der
Rückstoßkraft der
Probenspitze (ca. 2
mm) an der
Hornhautoberfläche
wird der IOD
berechnet
Applanations-Impressionsverfahren: der
Druck im
Augeninneren wird
aus der Kraft
berechnet, welche
zur Abflachung der
Hornhaut nötig ist
(Imbert- Fick Gesetz)
Alligatoren
(WHITTAKER et
al., 1995)
®
®
TonoPen
®
®
(AVIA , XL , Vet )
®
®
ICARE TonoLab
Reboundverfahren
Unterschied zu
TonoVet:
Probenspitze
filigraner (1mm)
WSK (DELGADO
et al., 2013;
LABELLE et al.,
2012)
Echsen (DI
GIROLAMO, et
al., 2013)
LSK (SELMI et
al., 2002, 2003)
WSK (CHITTICK
UND HARMS,
2001)
Kaimane (ORIÁ
et al., 2013)
WSK (DELGADO
et al., 2013)
Vor-/ Nachteile
+ Kein LA erforderlich, schnell,
hygienisch, einfache Handhabung, geeignet für kleine
HH- Diameter
- Beeinflusst durch Hornhauteigenschaften (v.a. CCT), Abwehrreaktion (DELGADO et
al., 2013; LABELLE et al.,
2012)
+ lageunabhängig, auch
einsetzbar bei Hornhautveränderungen,portabel,
hygienisch
- LA benötigt, starke
Abweichung in vielen
Manometrieversuchen
(PASSAGLIA et al., 2004),
große Auftrefffläche (KORBEL,
1999)
+ s. TonoVet, weniger durch
HH- Oberflächeneigenschaften beeinflusst (PEASE
et al., 2006)
- bei Vögeln nur bei HHDiametern < 9 mm verlässliche
Werte (TANDLER, 2013),
Kosten
27
Literaturübersicht
Pneumatonometer
(Non- ContactTonometer)
+ Kontamination quasi
unmöglich, keine Beeinflussung durch Hornhauteigenschaften (Krümmung,
Rigidität etc.), geeignet für
Screenings
Applanationsverfahren ohne
Hornhautkontakt: das
Abflachen der
Hornhaut erfolgt
durch einen Luftstoß
(Berechnung des
IOD aus
Applanationskraft
durch Messfühler)
- unzuverlässige
Glaukomdiagnostik (Abweichung vom tatsächlichen IOD),
sperrig, aufwendig,
Tonographieeffekt (GÖRIG et
al., 2006)
2.5.2.1. Messwertbeeinflussung durch Hornhauteigenschaften
Die Bedingungen am Messort- sprich die biomechanischen Eigenschaften der
Hornhaut- haben einen erheblichen Einfluss auf die Messwerte. Bei der Interpretation
dieser müssen diese Faktoren und gleichzeitig das verwendete Messgerät
miteinbezogen werden, da die verschiedenen Tonometer unterschiedlich stark von
den individuellen Hornhauteigenschaften beeinflusst werden (CHUI et al., 2008;
JORGE et al., 2008; DE MORAES et al., 2008). Bei Menschen konnte eine
Messwertverfälschung von bis zu 17 mmHg durch variierende Hornhauteigenschaften beobachtet werden (LIU und ROBERTS, 2005).
Hornhautdicke (CCT) und Hornhautrigidität- Die Hornhaut besitzt eine
Eigensteifigkeit, welche abhängig von Dicke und Struktur der Hornhaut ist. Bei
jedem Messvorgang- egal ob Applanations- oder Reboundverfahren- kommt es zu
Gewebdeformationen an Hornhaut und Sklera, deren Ausprägung von der
Viskoelastizität der Hornhaut abhängt. Je nach Elastizität bzw. Rigidität benötigt es
folglich eine stärkere Kraft zum Abflachen (Applanationstonometrie) bzw. entsteht ein
größerer oder kleinerer Rückprall an der Hornhautoberfläche (Reboundtonometrie)
(DOMKE et al., 2006). Die CCT wird in der Regel mittels Pachymetrie gemessen
(LYNCH et al., 2007; RÜFER et al., 2005).
Hornhautkrümmung- Vor allem in der Applanationstonometrie scheint die Krümmung
der Hornhaut einen Einfluss auf die Messwerte zu haben: es wird vermutet, dass bei
einer stärker gekrümmten Hornhaut mehr Kraft aufgewendet werden müsse, um eine
gleiche Applanationsfläche zu erzeugen als bei einer flachen Hornhaut, und somit
mehr Flüssigkeit verdrängt wird (WHITACRE und STEIN, 1993). Die
Hornhautkrümmung wird in der Keratometrie erfasst (SHIMMYO et al., 2003).
Corneale Hysterese (CH) und Cornealer Widerstandsfaktor (CRF)- CH beschreibt
die corneale Trägheit der Verformung nach Krafteinwirkung (Trägheitsgrad), welche
durch einen Ocular Response Analyzer (Pneumotonometer) gemessen werden kann
28
Literaturübersicht
(NESSIM et al., 2013). Augen mit hoher Hysterese brauchen länger, um nach einem
Messvorgang in ihren ursprünglichen Zustand zurückzukehren, was eine höhere
Rigidität impliziert und- vor allem bei mehrmaliger Hornhautberührung- die
Applanationskraft und auch den Rebound beeinflussen kann (BROMAN et al., 2007).
Eine andere Verformungseigenschaft der Hornhaut beschreibt der CRF, welcher aus
der Hysteresekurve der CH errechnet wird, und den Gesamtwiderstand der Hornhaut
beschreiben soll. CH und CRF korrelieren naturgemäß miteinander und sind
zumindest beim Menschen zusätzlich mit der CCT verbunden (HAGER et al., 2007).
Die mechanischen (CCT, Rigidität, Krümmung) sowie die viskoelastischen (CH und
CRF) Eigenschaften der Hornhaut beeinflussen sich außerdem gegenseitig
(BROMAN et al., 2007; HAGER et al., 2007) und können zumindest beim Menschen
zusätzlich je nach Alter (DAXER et al., 1998; ORTIZ et al., 2007), Geschlecht
(TOMIDOKORO et al., 2007) oder Hornhautunebenheiten (MÉNAGE et al., 1994)
variieren.
Bei Reptilien liegen bisher keine Untersuchungen bezüglich der genannten
Hornhautparameter vor, es ist aber anzunehmen, dass durch die vom Säuger
abweichende Anatomie (dünne Hornhaut, Hornhautkrümmung als Teil des
Akkomodationsmechanismus) (DUKE-ELDER, 1958; WILLIAMS, 2012) und vor
allem durch die erhöhte corneosklerale Rigidität
aufgrund der Skleralringe
(DARROW et al., 2013) Einfluss auf den Messmechanismus genommen wird.
2.5.2.2. Weitere Fehlerquellen
Kalibrierung (setting)
Die meisten Tonometer in der Veterinärmedizin sind heute vom Hersteller für eine
bestimmte Tierart vorkalibriert (TANDLER, 2013). Einige Hersteller bieten in einem
Gerät allerdings mehrere settings an, das ICARE TonoVet® beispielsweise für die
Tierarten Hund und Katze (d), Pferd (h) oder unbekannte Spezies (p)
(BROADWATER et al., 2007). Je nach gewähltem setting können die erzielten
Messergebnisse variieren (BROADWATER et al., 2007; LABELLE et al., 2012).
Auftreffwinkel Probenspitze/ Verhältnis Probenspitze- Hornhautdiameter
PRASHAR et al. (2007) zeigten bei Hühnern, dass die Messwerte in der
Reboundtonometrie je nach Auftreffwinkel der Probenspitze auf der Hornhaut
variierten. Bei der Applanationstonometrie spielt außerdem der Hornhautdiameter
eine Rolle: je kleiner das Auge, umso stärker die Hornhautkrümmung. Bei sehr
kleinen Hornhautdurchmessern (< 9mm) kann dies dazu führen, dass die
Probenspitze nicht mehr plan aufliegen kann und somit keine oder lediglich
ungenaue Messwerte erzielt werden (KORBEL, 1999; TANDLER, 2013).
29
Literaturübersicht
2.6. Tränenfilm
Der Tränenfilm ist eine komplexe Flüssigkeitsschicht aus mukösen, lipiden und
wässrigen Anteilen. Diese werden jeweils von den Becherzellen in den Tarsaldrüsen
bzw. den Tränendrüsen produziert. Primäre Aufgabe des Tränenfilms ist die
Befeuchtung, Reinigung und Ernährung der Hornhaut und diese durchsichtig zu
halten. Zusätzlich stellt der Tränenfilm aber auch die Sauerstoffversorgung der
Hornhaut (aerober Metabolismus) sicher und wirkt durch bestimmte Bestandteile,
u.a. Betalysin und Lactoferrin, antibakteriell (HOLLY und LEMP, 1977). Die
Tränenproduktion wird hauptsächlich durch das parasympathische System gesteuert
(GRAHN und STOREY, 2004).
Auf die Anatomie des Tränenapparates und die bisherigen Kenntnisse zum
Tränenfluss bei Reptilien wurde bereits unter 2.2.3 eingegangen.
2.6.1 Tränenzusammensetzung und Besonderheiten bei Reptilien
Hinsichtlich der Zusammensetzung der Tränenflüssigkeit bei Reptilien ist noch wenig
bekannt. Histologische Untersuchungen von ELKAN und ZWART (1967) sowie von
REESE (1915) ergaben, dass die Tränendrüsen bei Schildkröten vom tubuloazinären Typ sind und – wie bei Säugern auch - seröses Sekret produzieren. Bei
Wasserschildkröten konnte mikroskopisch außerdem ein variierender Gehalt an
Muzin im Lumen der Ausführungsgänge von Tränendrüsen gefunden werden.
Betreffende Autoren betonen, dass das Tränensekret bei Wasserschildkröten nichtwie unter anderem in der Literatur beschrieben - talgartig oder ölig beschaffen ist,
sondern eine rein wässrige, NaCl- haltige Flüssigkeit darstellt (ELKAN und ZWART,
1967). Bei Echsen wird das Sekret der Tränendrüsen als seromukös (PAYNE, 1994)
und bei Schlangen wie bereits erwähnt als ölig beschrieben (LAWTON, 2006).
Während die Tränendrüsen ein vornehmlich wässriges Sekret produzieren,
sezerniert die Hardersche Drüse mehr öliges Sekret, welches bei Schlangen dann in
den subspektakulären Raum abgegeben wird. Da ölige Tränenflüssigkeit eine
bessere schmierende Funktion hat als wässriges Sekret, ist die Retention der
Harderschen Drüse bei Schlangen als evolutionärer Vorteil zu werten. Ein Anhaften
der Hornhaut an das Innere des Spektakels wird so effektiver verhindert (LAWTON,
2006).
Laut WATANABE (1980) enthält das Tränensekret der Reptilien im Gegensatz zu
Vögeln und Amphibien keinen Lipidanteil. In der Harderschen Drüse konnten bei
Reptilien viele Immunzellen (Plasmazellen) nachgewiesen werden (PAYNE, 1994) –
bei Vögeln ist die Hardersche Drüse mit einem ähnlich hohen Gehalt an Immunzellen
als ein wichtiger Bestandteil der lokalen Immunabwehr im Kopfbereich anzusehen
(MONTGOMERY und MASLIN, 1992). Bei aquatischen Reptilien ist der Tränenfilm
vermutlich Teil des refraktiven Apparates (COLLIN und COLLIN, 2000, 2006).
30
Literaturübersicht
Bei in der Wüste lebenden ägyptischen Dornschwanzagamen (Uromastyx aegyptia)
konnten auffällig große Proteoglykane im Hornhautstroma nachgewiesen werden.
Die Autoren vermuten, dass diese in der trockenen Umgebung effizienter die Hydratation der Hornhaut aufrechterhalten (AKHTAR et al., 2013).
2.6.2 Pathophysiologie der Tränenproduktion und Symptomatik
Bei den qualitativen und quantitativen Veränderungen des Tränenfilms treten häufig
ähnliche Symptome auf: u.a. Blepharospasmus, Epiphora, eine Vaskularisierung
oder Pigmentierung der Hornhaut oder ulzerative Keratitiden (GRAHN und STOREY,
2004). Detailierte Erkenntnisse liegen hier zu Reptilien nicht vor, aber es ist zu
erwarten, dass bei diesen eine ähnliche Symptomatik vorliegt.
Defizite der mukösen Schicht- Durch eine Insuffizienz der Becherzellen wird nicht
mehr genug Muzin produziert. Die Ätiologie ist bei Hund und Katze noch weitgehend
ungeklärt, es wird aber ein Zusammenhang mit chronischen entzündlichen
Veränderungen im Auge vermutet. Symptome reichen von Konjunktivitis über
Hornhautulzera, Keratitiden, Pigmentierung und Vaskularisierung der Hornhaut bis
zu Zellinfiltrationen in die Hornhaut (CULLEN et al., 1999; MOORE und COLLIER,
1990).
Defizite der wässrigen Schicht- Immunmediierte Zerstörungen der Tränendrüsen
(KASWAN et al., 1985), nicht- angelegte Tränendrüsen oder Tränengänge, eine
neurogene KCS oder Suppression (medikamentös) bzw. toxische oder infektiöse
Zerstörung der Tränendrüsen und –gänge können zu einer reduzierten
Tränenproduktion führen (GIULIANO, 2013). Klinisch manifestiert sich diese ähnlich
wie bei einer Insuffizienz der Becherzellen, zusätzlich kann vor allem bei chronischen
Formen eine Degeneration der Hornhaut beobachtet werden (GIULIANO, 2013).
Defizite der lipiden Schicht- Diese kommen hauptsächlich bei älteren Hunden vor
und äußern sich in einer abnormalen Sekretion der Tarsaldrüse, Auftreten von
Chalazionen, degenerativen Veränderungen der Hornhaut und einer verkürzten
Tränenaufrisszeit (TBUT) (GIULIANO, 2013).
2.6.3 Erkrankungen des Tränenapparates bei Reptilien
Für fast alle Reptilien fehlen Normwerte für die gängigen Tests zur Evaluierung der
Tränenproduktion (WILLIAMS, 2012), deshalb finden sich in der Literatur kaum
Berichte über Erkrankungen des Tränenapparates bei Reptilien. Im Kapitel 2.1
wurden Tränenapparat- assoziierte Erkrankungen (v.a. KCS) bereits erläutert.
An dieser Stelle sei noch erwähnt, dass WILLIAMS (2012) eine Dacryocystitis bei
Schildkröten, Echsen und Schlangen beschreibt, obwohl bei Schildkröten kein
Tränennasenkanal und auch keine Puncta lacrimalia angelegt sind (JACOBSON,
2007; MAGGS et al., 2008). Die Entzündung des Tränennasenkanals äußert sich
durch Epiphora, (eitrigen) Augenausfluss und blasige Flüssigkeitsansammlungen am
31
Literaturübersicht
medialen Kanthus (WILLIAMS, 2012). Bei Reptilien mit Brille resultiert eine
Dacrocystitis der Harderschen Drüse wie bereits geschildert häufig in einer bullösen
Spektakulopathie und ist häufig mit Aeromonas spp.- oder Pseudomonas spp. Infektionen verbunden (MADER, 2012; WILLIAMS, 2012). Durch eine
Spaltlampenuntersuchung und die Spülung des Tränennasenkanals mit Fluoreszein
bis zum Austritt aus den Nares kann die Diagnose abgesichert werden (WILLIAMS,
2012).
2.7. Messung der Tränenproduktion
Das Volumen des präcornealen Tränenfilms kann mit verschiedenen subjektiven
(Skalierung der Veränderung durch den Untersucher) oder objektiven (kommerzielle,
präzisere Tränentests) Mitteln erfolgen (TIFFANY, 2008). Außerdem kann die
Diagnostik durch den klinischen Vorbericht, das Aussehen des Tränenfilms
(Spaltlampe), die Tränenaufrisszeit (TBUT), spezielle Färbemethoden (Rosa- Bengal
z.B.) oder die Überprüfung der Osmolarität der Tränen ergänzt werden (SALEH et
al., 2005).
2.7.1. Schirmer- Tränen- Test (STT I)
Dieser am häufigsten eingesetzte Test erfasst das Volumen der wässrigen Phase.
Die kommerziell hergestellten sterilen Papierstreifen werden am vorgefertigten
abgeknickten Ende für eine Minute in das temporale Drittel des unteren
Konjunktivalsacks verbracht und anschließend die Menge der Tränenflüssigkeit –
sichtbar durch einen Farbumschlag- an der auf dem Streifen abgedruckten
Messskala abgelesen. Der STT I wird ohne Lokalanästhesie durchgeführt und misst
somit das Basalvolumen plus ein „standardisiertes“ Reflexvolumen, ausgelöst durch
die Irritation des Papierstreifens. Der STT II ist die modifizierte Form und misst durch
eine vorherige Applikation von LA angeblich nur das Basalvolumen, da die Irritation
durch den Teststreifen entfällt (MORREALE, 2003; SALEH et al., 2005).
Der Schirmer- Tränen- Test ist aufgrund seiner Größe (5 mm Breite, 35 mm Länge)
für kleine Augen ungeeignet (BARABINO et al., 2004; KERN und COLITZ, 2013),
bei Exoten wurden deshalb bereits diverse Modifizierungen (z.B. halbierte
Teststreifen) getestet (LANGE et al., 2012; DA SILVA Et al., 2012; WIESER et al.,
2012).
2.7.2. Phenolrot- Test (PRT)
Dieser Test misst ebenfalls die wässrige Tränenphase quantitativ (MORREALE,
2003). Die Baumwollstreifen mit einem Durchmesser von 0,2 bis 0,3 mm sind mit
Phenolrot, einem pH- Indikator, getränkt und haben eine vorgefertigte Falz am Ende.
Dieser wird analog zum STT in den Konjunktivalsack eingehängt, verbleibt dort
allerdings nur 15 Sekunden. Bei diesem Test wird kein LA benötigt. Im Alkalischen
32
Literaturübersicht
verfärbt sich der Faden rot und die Tränenmenge kann anschließend an einer
Schieblehre oder einem Lineal anhand der verfärbten Strecke abgelesen werden
(MORREALE, 2003; SALEH et al., 2005). Dieser Test soll nur das Residualvolumen
erfassen, da der Fremdkörperreiz durch die Feinheit des Fadens minimal ist
(SAKAMOTO et al., 1993).
Bei (kleinen) Exoten gilt dieser Test als Mittel der Wahl, da die Messzeit kurz und der
Fremdkörperreiz gering ist und auch kleine Tränenvolumina erfasst werden können
(KERN und COLITZ, 2013; RAJAEI et al., 2013; WILLIAMS, 2012). Hier existieren
bereits Referenzwerte für kleinere Arten wie Schwarzbüschelaffen (LANGE et al.,
2012), Hamster (RAJAEI et al., 2013), Fledermäuse (BLACKWOOD et al., 2010)
oder Papageienvögel (HOLT et al., 2006), jedoch noch nicht für Reptilien (KERN und
COLITZ, 2013; WILLIAMS, 2012).
2.7.3. Papierspitzen (endodontic absorbent paper points- EAPP)
Diese aus hochabsorbierendem Papier hergestellten Papierspitzen standardisierter
Größe (in verschiedenen Stärken erhältlich) stammen ursprünglich aus dem
Dentalbereich und werden dort zur Wurzelkanaltrocknung, Applikation von
Medikamenten, mikrobiologischer Probenentnahme und zur Stillung apikaler
Blutungen im Alveolarraum verwendet (EDWARDS und BANDYOPADHYAY, 1981).
Die 28 mm langen Papierspitzen sind relativ steif, erweichen jedoch bei Befeuchtung
und sind frei von Adhäsiven (Herstellerinformation Coltène/Whaledent GmbH + Co.
KG, Deutschland).
Die Testzeit beträgt hier analog zum STT eine Minute und das Tränenvolumen lässt
sich anschließend durch ein vorsichtiges Andrücken des Papierstreifens auf eine
Messlatte dort ablesen, da ausschließlich die befeuchtete Strecke flexibel wurde
(LANGE et al., 2012, 2013). LANGE et al. (2013) setzten die EAPP bereits bei
Schwarzbüschelaffen, Ziervögeln, Kleinnagern und Rotwangenschmuckschildkröten
ein, da diese durch den kleinen Durchmesser leichter in einen kleinen
Konjunktivalsack zu platzieren war und die Toleranz damit erheblich stieg. Aber auch
bei größeren Reptilien wie Kaimanen wurde dieser Test bereits erfolgreich
angewandt (ORIÁ et al., 2013).
Dieser Test findet bisher keine routinemäßige Anwendung, da u.a. keine
Referenzwerte vorhanden sind, ist aber nach LANGE et al. (2013) bei Tieren mit
einer Lidspaltenlänge von < 5 mm von großem diagnostischen Wert.
33
Material und Methoden
3. Material und Methoden
3.1 Zielsetzung
Das Ziel dieser Arbeit war, die Augeninnendruckmessung bei Bartagamen (Pogona
spp.) mittels zwei verschiedener Tonometer (TonoPen® und TonoVet®) zu testen.
Da außerdem für die im Rahmen der Augenuntersuchung durchgeführte
Tränenproduktionsmessung keine Normwerte verfügbar waren, wurden zusätzlich
zwei Tränentests (TT) evaluiert. Ziele dieser Dissertation waren deshalb wie folgt:
- Untersuchung der Praktikabilität und Durchführbarkeit der Tonometer in der
Anwendung bei kleinen Echsen der Gattung Bartagame
- Die Aufstellung von Normwerten für den Augeninnendruck bei Bartagamen
(Pogona spp.)
- Die Ermittlung von Einflussfaktoren auf die Messwerte
- Die Kalibrierung der Messgeräte im Manometrieversuch an enukleierten Augen
- Die Evaluierung und der Vergleich zweier Tests zur Messung der Tränenproduktion
(der Phenolrot- Test und der EAPP- Test)
- Die Aufstellung von Normwerten für die Tränenproduktion bei Bartagamen je nach
Durchführbarkeit der beiden Tränentests
- Die Erfassung der durchschnittlichen Lidspaltenlänge bzw. Blinzelfrequenz, um
einen möglichen Zusammenhang mit der Durchführbarkeit von Tränentests bzw.
der gemessenen Tränenmenge zu untersuchen.
3.2. Klinische Versuche
3.2.1 Patientengut und Tierdaten
Für die klinischen Versuche (Tonometriemessung, Tränenproduktionsmessung)
wurde jeweils dasselbe Patientengut (n= 60) verwendet. Es handelte sich hierbei in
etwa gleichen Teilen um Tiere aus privater Haltung und Tiere aus Auffangstationen
sowie schulischen Einrichtungen.
Die Studie enthielt zwei verschiedene Arten der Gattung Pogona; die
durchschnittlichen Tierdaten aller Probanden aus dem klinischen Versuch sind in
Tab. 6 dargestellt. Die relevanten erhobenen Daten zu jedem einzelnen Probanden
sind im Anhang gelistet. Alter, Geschlecht, Gewicht (WEDO® Universal Wiege- und
Stückzählwaage, Tragkraft 12 kg, Werner Dorsch GmbH, Dieburg) sowie
Schnauzen- Schwanzlänge wurden für jeden Probanden des klinischen Versuchs
erhoben, wobei das Alter herkunftsbedingt (Auffangstationen, Übernahmetiere) nicht
34
Material und Methoden
bei allen Tieren bekannt war (n=44). Ergänzend wurden Tiere < 2 Jahre als juvenil
und Tiere > 2 Jahre als adult kategorisiert. Das Geschlecht wurde durch die
Untersuchende (ES) durch die übliche Methode der Geschlechtsbestimmung bei
Echsen anhand morphologischer Merkmale (Vorhandensein von Hemipenistaschen,
Femoralporen, ggf. röntgenologische Befunde wie z.B. Follikel oder Eianbildung)
bestimmt (nach PELLETT und COPE, 2013). Alle Untersuchungen fanden im
Frühjahr bzw. Sommer (März bis einschließlich Juli 2013) statt, um eine
Beeinflussung der Werte durch eine noch bestehende oder anstehende Winterruhe
auszuschließen. Die Tiere befanden sich jeweils in unterschiedlichen
Reproduktionsphasen, da sich die Messungen über fünf Monate erstreckten.
Tab. 6: Anzahl und durchschnittliche Tierdaten aus dem klinischen Versuch
(n=60) zur Ermittlung von Normwerten für den IOD sowie für die
Tränenproduktion
ART
ANZAHL
Bartagame
56
(Pogona vitticeps)
ALTER1
[MONATE]
GEWICHT [KG]
GESCHLECHT
(±SD)
MIN- MAX
54
m = 29
0,260 (±0,106)
(±34,925)
f = 27
0,050-0,482
(±SD)
MIN- MAX
3-132
Zwergbartagame
(Pogona
henrylawsonii)
6,5
4
(±2,516)
3-9
m= 2
f= 2
0,066
(± 0,014)
0,05-0,083
m= männlich, f= weiblich, 1 soweit Alter bekannt (n=44)
3.2.2 Feststellung der Klinischen Gesundheit
Für die Studie wurden ausschließlich klinisch gesunde und Tiere ohne sichtbare
Augenerkrankungen verwendet. Zu jedem Tier wurde soweit möglich eine Anamnese
(Alter, Herkunft, Partnertiere, Haltungsbedingungen, Fütterung, Vorerkrankungen
einschließlich Augenerkrankungen,
Hibernationsverhalten, Endoparasitenstatus)
erhoben. Zur Feststellung der klinischen Gesundheit wurde jeder Proband einer
Allgemeinuntersuchung unterzogen sowie eine blutchemische Untersuchung (Tiere >
100g Körpergewicht) durchgeführt und Röntgenaufnahmen angefertigt.
35
Material und Methoden
Die Allgemeinuntersuchung beinhaltete die Beurteilung des Habitus, die Adspektion
der Haut, Körperöffnungen und der Maulhöhle, Beurteilung des Ernährungszustandes sowie die Palpation der Coelomhöhle und der Gliedmaßen (nach
LAWTON, 2006). Die Beurteilung des Visus erfolgte gesondert im Rahmen der
ophthalmologischen Untersuchung. Das Gewicht wurde wie oben erläutert erfasst
und die Schnauzen- Schwanzlänge durch Anlegen eines Maßbandes von der
Schnauzenspitze bis zum Schwanzende gemessen. Hatte der Proband keinen
vollständigen Schwanz bzw. zeigte dieser stärkere Achsenabweichungen, wurde
dies ebenfalls notiert.
Die Blutentnahme (Tiere > 100g) erfolgt nach Desinfektion der Hautstelle (Cutasept
F® Haut- Desinfiziens, BODE Chemie GmbH, D- 22525 Hamburg) ventral am
fixierten Schwanz durch Punktion der Vena coccygea ventralis im Winkel von 5060°. Die Kanüle (Sterican®, Einmal- Injektions- Kanüle, 0,7 x 30 mm, 22G x 1 ¼“, B.
Braun Melsungen AG, D- 34209 Melsungen) wurde vorsichtig bis zur
Schwanzwirbelsäule vorgeschoben, minimal aspiriert und dann die Kanüle langsam
zurückgezogen; sobald Blut im Konus zu sehen war wurde weiter aspiriert (Spritze:
1ml DISPOMED® Einmalspritze (PP + PE), Dispomed Witt oHG, Am Spielacker 10 12, D- 83571 Gelnhausen). Es wurden jeweils ca. 0,5 bis 1 ml Blut entnommen und
direkt in ein Lithium- Heparinröhrchen verbracht (Li- Heparin LH/1,3®, Sarstedt
Aktiengesellschaft, D- 51588 Nümbrecht). Anschließend wurden die Elektrolyte im
Labor der Kleintierklinik der Tierärztlichen Hochschule durch ein Vollautomatisches
Blutgas-Elektrolytsystem (Rapidlab 1260, Siemens Healthcare Diagnostics GmbH,
Eschborn, Automatic Analyzer Hitachi 912, Firma Roche Diagnostics GmbH,
Mannheim) und die Blutchemie mittels Cobas c 311-analyzer (Firma Roche
Diagnostics GmbH, Mannheim) bestimmt. So wurden folgende Parameter
untersucht: Natrium, Chlorid, anorganisches Phosphor, Gesamtcalcium, ionisiertes
Calcium, Alanin-Aminotransferase (ALT), Glutamatdehydrogenase (GLDH),
Alkalische Phosphatase (AP), Gesamt-Bilirubin, Aspartat-Aminotransferase (AST),
Cholinesterase (CHE), Harnstoff, Harnsäure, Creatinkinase (CK), Cholesterol,
Glucose (Gluc), Fructosamin (Fru), Gesamteiweiß (GE), Albumin (Alb), pH-Wert.
Durch Zentrifugation einer Mikrohämatokrit-Kapillare (Kapilary Heparynowane TYP
50 (50 mm), MEDLAB®, Gdynia, Polen- 81004) in der hauseigenen Zentrifuge
(14753 rpm, 2 min., Sigma 1 -14, Sigma Laborzentrifugen, D- 37520 Osterode am
Harz) und anschließender Interpretation des Sediments an der zugehörigen
Schablone wurde der Hämatokrit [%] bestimmt.
Anschließend erhielten alle Tiere nach vorheriger Überprüfung der Blutwerte
entsprechend ihres Körpergewichts eine einmalige Infusion bestehend aus Glucose
2,5% (Glucose 5%-Infusionslösung® verdünnt mit Sterofundin® ISO-Infusionslösung,
B. Braun Melsungen AG), Catosal® (Injektionslösung, Bayer vital GmbH,
Leverkusen) und 200mg/ kg Calciumgluconat 10% (Injektionslösung, B. Braun
36
Material und Methoden
Melsungen AG). Vitamin B12 (10mg/ kg, Vitamin B-Komplex Injektionslösung®,
Serumwerk Bernburg AG) und Vitamin C (200mg/ kg, Injektionslösung, Rotexmedica
GmbH, Trittau) wurden per os verabreicht.
Von jedem Patienten wurden zudem digitale Röntgenaufnahmen in zwei Ebenen
(dorsoventral und latero- lateral) sowie Schädelaufnahmen in zwei Ebenen (laterolateral rechts- und linksanliegend, dorso- ventral) via vertikalem Strahlengang
angefertigt (Röntgengerät: Gierth HF 400A, high frequency diagnostic x-ray unit,
GIERTH X-Ray international GmbH, Riesa, Digitizer: AGFA CR 35-x mit ID-Tablet,
AGFA HealthCare GmbH, Bonn). Die Schädelaufnahmen sollten knöcherne
Veränderungen der Orbita oder angrenzender Schädelknochen ausschließen sowie
die Darstellung der knöchernen Skleralringe ermöglichen. Für die dorso- ventrale
Ganzkörperaufnahme durften die Tiere in physiologischer Position auf der
Röntgenplatte sitzen bleiben, während für alle anderen Aufnahmen eine Fixation zur
adäquaten Positionierung des Tierkörpers bzw. des Schädels nötig war. Für die
Ganzkörperaufnahmen wurde ein Filmfokusabstand von 60 cm, 2- 4 MilliampereSekunden und 42- 44 Kilovolt und für die Schädelaufnahmen 60 cm, 1-2 MilliampereSekunden und 40 Kilovolt gewählt.
Die Auswertung der Röntgenbilder erfolgte durch eine erfahrene Tierärztin (ES) nach
einem festen Schema. Tiere mit offensichtlichen Organveränderungen bzw. akuten
Erkrankungen des knöchernen Skeletts (metabolische Osteodystrophie) wurden von
den Untersuchungen ausgeschlossen. Eine physiologische Follikel- bzw. Eianbildung
wurde als Befund, aber nicht als Erkrankung gewertet und solche Tiere folglich in die
Studie inkludiert.
3.2.3 Ophthalmologische Untersuchung
Am Tag der Einstellung wurden alle Probanden einer ophthalmologischen
Untersuchung
(OU)
unterzogen.
Der
Untersuchungsgang
sowie
das
Untersuchungsprotokoll (s. Anhang) wurde in Anlehnung an die Augenuntersuchung
beim Vogel (BOHNET, 2007) erstellt. Die OU fand im gleichen klimatisierten
(abgedunkelten) Untersuchungsraum (26- 28°C) statt, in welchem die Tiere
untergebracht waren. Dort erfolgten auch alle weiteren Messungen.
Zuerst wurde am unfixierten Tier die Kopfhaltung in Ruhe beurteilt und nach
Hinweisen auf eine Sehfeldeinschränkung bzw. einseitige Blindheit (unphysiologische Kopfhaltung) überprüft. Die Visusbeurteilung erfolgte dann weiter in der Box
bzw. im Terrarium, indem die Beteiligung an der Umwelt (arttypische Kopfhaltung,
Augenbewegungen, Exploration der Umgebung) beobachtet wurde. Anschließend
wurde die Reaktion auf rasche Annäherung (visuelle Erkennung von potentiellen
Feinden, Fluchtverhalten) an das Terrarium beurteilt, wobei die stoische Art, die
vielen Reptilien gemeinsam ist, diesen Test nur eingeschränkt interpretierbar
37
Material und Methoden
machte. Durch Antippen des Kopfes wurde zuletzt die Reaktion auf subtile taktile
Reize geprüft (Optikofazialreflex) (BOHNET, 2007).
Da die Aussagekraft der Reflexe bei Reptilien stark umstritten bzw. die Reflexantwort
nicht verlässlich ist (CULLEN et al., 2000), wurden diese für die OU auf die zwei an
kleinen Augen gut durchführbaren Reflexe beschränkt: Der Lidreflex wurde durch
vorsichtiges Antippen des medialen Lidwinkels mit einem Wattestäbchen
durchgeführt. Dieser Reflex gibt Aufschluss über die Sensorik der Augenumgebung
(N. trigeminus, N. facialis) (WYNEKEN, 2007). Außerdem wurde der direkte
Pupillarreflex durch die Beleuchtung des Auges mit einer fokalen Lichtquelle (SL
15®, Kowa Optimed Inc., Torrance, USA) geprüft. Wie bereits erwähnt ist der
Pupillarreflex bei den Reptilien nicht konsensuell, da sich die Fasern des N. opticus
im Chiasma opticum vollständig kreuzen (DEARWORTH et al., 2007; WYNEKEN,
2007) und die Verengung der Pupille aufgrund der quergestreiften Irismuskulatur
willkürlich steuerbar ist (LAWTON, 2006). Um einen falsch- positiv gedeuteten
konsensuellen Pupillarreflex durch Retroillumination in das Gegenauge via dem
dünnen Septum zu vermeiden (BOHNET, 2007), wurde dieser Test nur mit 25% der
Lichtintensität (Einstellung „1/4“) durchgeführt.
Zuletzt wurde noch der „Drohreflex“, der mehr eine erlernte Antwort auf eine
Drohgebärde als einen echten Reflex darstellt, durch eine Drohgebärde mit der Hand
(Abstand > 20 cm) in Richtung des betreffenden Auges durchgeführt. Dieser Test
diente auch zur Feststellung der Sehfähigkeit und der Beurteilung der Lidbewegung
bzw. deren Koordination (WYNEKEN, 2007). Jegliche Reaktion hierauf- Blinzeln,
Kopf wegdrehen, Fluchtverhalten, Drohgebärde (Maul öffnen, Kopfnicken)- wurde
notiert bzw. als vorhanden, nicht vorhanden oder verzögert eingestuft.
Anschließend erfolgte die eigentliche OU, bei welcher die Tiere in der Regel ohne
Fixation in physiologischer Position sitzen bleiben durften (s. Abb. 3). Hierbei wurden
wenn nötig Vorsichtsmaßnahmen getroffen (eine Hand am Tier), um eine
Verletzungsgefahr durch einen plötzlich auftretenden Fluchtversuch zu vermeiden.
Nur wehrhafte bzw. sehr agile Tiere wurden durch eine Hilfsperson fixiert. Eingangs
wurde der erste Tränentest durchgeführt, auf diesen wird gesondert eingegangen.
Zunächst wurden beide Augen per Adspektion beurteilt und die Bulbi hinsichtlich
ihrer Lage, Größe und Form verglichen. Gleichzeitig wurden Hornhaut, Iris und die
Pupille vergleichend betrachtet und auf offensichtliche Veränderungen
(Asymmetrien, Hornhautauflagerungen, Blutungen etc.) untersucht. Die spezielle
ophthalmologische Untersuchung wurde
anschließend mit
Hilfe
einer
Handspaltlampe (SL 15®, Kowa Optimed Inc., Torrance, USA) durchgeführt (s.
Abb.3). Im fokalen Auflicht bzw. mit dem Spalt wurde der vordere Augenabschnitt
einschließlich Hornhaut, vorderer Augenkammer, Iris, Pupille und Linse eingehend
untersucht. Gleichzeitig erfolgte auch die genaue Adspektion der Augenumgebung
38
Material und Methoden
(Lider), Nickhaut, Sklera (soweit sichtbar) und des Tränenfilms, da dies ohne
Vergrößerung kaum möglich war.
Eine Beurteilung des Augenhintergrundes war in dieser Studie routinemäßig nicht
möglich, da mit herkömmlichen topischen Mydriatika keine Mydriasis bei Reptilien
erzielt werden kann (MADER, 2012) und eine intrakamerale Injektion aufgrund der
Risiken (Infektion, Verletzung okulärer Strukturen) (MAGGS et al., 2008) nicht in
Frage kam. Auch eine Allgemeinanästhesie, mit der man bei Reptilien eine
verlässliche Weitstellung der Pupillen erreichen kann (MILLICHAMP et al., 1983),
wurde aufgrund der Narkoserisiken nicht durchgeführt. Eine Beurteilung des Fundus
ohne Weitstellung war aufgrund der im Vergleich zum Augenhintergrund sehr kleinen
Pupille (DARROW et al., 2013), selbst mit einer Vielzahl von Linsen (60 bis 90 D),
ebenfalls nicht möglich.
Abb. 3 : Spaltlampenuntersuchung am unfixierten Tier
Im Anschluss an die Augenuntersuchung wurde die Hornhaut mit Fluoreszein
angefärbt und anschließend mittels Spaltlampe auf Läsionen überprüft. Dieser Test
wird routinemäßig nicht ohne Indikation (z.B. offensichtliches Hornhauttrauma)
durchgeführt, sollte hier aber zum Ausschluss von ggf. bereits vor den Messungen
bestehenden (Mikro)verletzungen der Hornhaut dienen. Der Fluoreszeintest wurde
am Ende aller Versuche kurz vor der Entlassung wiederholt um so ein mögliches
Trauma der Hornhaut durch die Messungen (Tonometrie und Tränentests)
ausschließen zu können.
39
Material und Methoden
Abschließend fand ein Fütterungsversuch statt, um im Zusammenhang mit den
visuellen Fähigkeiten das Jagdverhalten zu beurteilen. Hierfür wurde jedes Tier
einzeln in eine Faunabox gesetzt und ein mittelgroßes lebendes Heimchen
dazugegeben. Aus der Entfernung wurde dann die Fokussierung der Beute
(vorhanden/ nicht vorhanden/ verzögert/ nicht beurteilbar) und die zielgerichtete
Futteraufnahme durch den Probanden bewertet. Dieser Test sollte Aufschluss über
das binokulare räumliche Sehen (wichtig für das Greifen von bewegter Beute) geben
und zur Beurteilung der Fähigkeit, Bewegungen schnell zu detektieren und dann
anzuvisieren, dienen (BOHNET, 2007).
3.2.4 Tonometrieversuch
3.2.4.1 Unterbringung der Tiere
Für den Tonometrieversuch wurden alle Probanden jeweils für drei Tage in die Klinik
für Heimtiere, Reptilien, Zier- und Wildvögel stationär aufgenommen. Die
eigentlichen Messungen fanden erst am Folgetag der Einstellung und der
Voruntersuchungen (einschließlich OU) statt, um den Probanden eine gewisse
Akklimatisation zu ermöglichen und um die Umgebungsbedingungen im Terrarium
(Luftfeuchte, Umgebungstemperatur) optimal einstellen zu können.
Während des gesamten Aufenthaltes wurden die Tiere jeweils in einem eigenen
Terrarium (Maße [B x H x T] 60 x 40 x 55 cm bzw. 50 x 60 x 55 cm) auf einer
isolierten Station gehalten und hatten freien Zugang zu Grünfutter und Wasser.
Zusätzlich wurde das Futter mit Calcium-Korvimin (vier Anteile Calciumcarbonat
Caesar&Loretz GmbH, Hilden + ein Anteil Korvimin® ZVT+Reptil, WDTeG, Garbsen)
substituiert. Die Einrichtung des Terrariums war schlicht (Zellstoffpapier als
Bodengrund) und enthielt eine Versteckmöglichkeit (Papphäuschen). Die
Beleuchtung erfolgte durch Halogenspots (Crystal Sun® Halogen Spot, 75W,
Namibia® Terra, D- 47906 Kempen bzw. Rubin Reflektor 40W, Rossmann GmbH, D30938 Burgwedel). Die zusätzliche Anbringung einer extra UV- Lampe im Terrarium
führte zu einer Überhitzung des Terrariums, auf eine zusätzliche externe UVBestrahlung wurde daraufhin jedoch aufgrund des kurzen Zeitraumes des
Aufenthaltes verzichtet. Die Beleuchtung wurde via Zeitschaltuhr (täglich von 07:45 19:00h) geregelt. Die Temperatur im Terrarium wurde morgens und abends mit
einem herkömmlichen Thermometer gemessen (Namibia Terra Terrarium
Thermometer, Namibia® Terra, D-47906 Kempen) und aufgezeichnet, um eine
adäquate Umgebungstemperatur zu garantieren. Durchschnittlich betrug die
Temperatur morgens (ca. 9:00 h) 26- 28 °C und abends 33- 35° C, wobei punktuell
unter den Halogenspots höhere Temperaturen erzielt wurden. Um Stress bzw.
Rivalisierungsverhalten und damit ggf. eine Beeinflussung der Messwerte zu
vermeiden, hatten die Tiere keinerlei Sichtkontakt zueinander.
40
Material und Methoden
3.2.4.2 Zeitlicher Ablauf der Messungen im Tonometrieversuch
Im Tonometrieversuch sollten nicht nur generell Normwerte mittels beider Tonometer
aufgestellt werden, sondern auch tageszeitliche Einflüsse, der Effekt von
Lokalanästhetikum auf den IOD sowie der Einfluss einer Temperaturabsenkung
untersucht werden. Hieraus ergab sich für jedes Tier folgendes Zeitschema für die
Messungen während des stationären Aufenthalts:
Tag 1: Voruntersuchungen, OU (inkl. Fütterungsversuch), Akklimatisierung
Tag 2: Tagesmessungen dreimalig (morgens, mittags, abends) mit beiden Tonometern sowie eine zusätzliche Messung nach Applikation von LA (TonoVet®)
Tag 3: Messung des IOD nach längerem (3h) Temperaturabfall (Messungen unterhalb der Preferred Optimal Temperature Zone- POTZ) mit beiden Tonometern
3.2.4.3 Messung mit dem TonoVet®
Der TonoVet® stellte das erste verwendete Gerät zur Augeninnendruckmessung dar.
Der im Folgenden geschilderte Messvorgang wurde entsprechend den
Herstellerinformationen und für alle unter 3.2.4.2 genannten Messungen
gleichermaßen durchgeführt.
Funktionsweise des TonoVet®- Das digitale TonoVet® misst den IOD nach dem
Rückprallprinzip (Rebound), sprich der IOD wird durch die Rückprallkraft einer
Probenspitze (Probentip) an der Hornhaut berechnet. Das tragbare, leichte (250g)
Tonometer wird vor jeder Messung mit einer magnetischen Einmalsonde (s.o.)
bestückt, welche aus stahlfreien Metall ist und an der Spitze eine pilzkappenartige
Plastikabdeckung (ca. 0,9 mm im Durchmesser) trägt. Die Einmalsonde schnellt
beim Messvorgang nach vorne an die Hornhaut und induziert bei einer internen
Spule eine Spannungsänderung. Aus dieser wird dann der IOD berechnet und in ein
digitales Signal (Anzeige des IOD in mmHg) umgewandelt (KNIESTEDT et al., 2008;
KONTIOLA, 2000). Je nach Dauer des Hornhautkontaktes und nach Geschwindigkeit
des Rückpralls verändert sich die Spannung und kann so den IOD kalkulieren
(KONTIOLA, 2000). Das zugrundeliegende Messprinzip wurde bereits unter 2.6.2
erläutert. Der Benutzer kann bei diesem Gerät zwischen drei verschiedenen internen
Kalibrierungen wählen (s.u.) (Herstellerinformation ICare Finland Oy).
Vorbereitung- Vor der Benutzung musste zunächst eine Einmalsonde in den Schaft
des Gerätes eingelegt werden (Öffnung des Schaftes zeigt nach oben).
Anschließend wurde der TonoVet® vertikal gehalten, um ein Herausfallen des
magnetisch im Gerät fixierten Probentips zu verhindern und eingeschaltet, indem
man auf den Auslöseknopf drückte. Das Gerät beinhaltet drei verschiedene
Kalibrierungen (settings): „d“ (Hund und Katze), „h“ (Pferde) und „p“ (unbekannte
Spezies). Für alle Untersuchungen im Rahmen der Dissertation wurde in Anlehnung
41
Material und Methoden
an andere Studien, die den TonoVet® bei „undefinierten Spezies“ einsetzten, die
Einstellung „d“ verwendet (DELGADO et al., 2013; REUTER, 2010).
Messvorgang- Für die Messungen mit dem TonoVet® wurden die Tiere nicht fixiert,
sondern saßen frei auf einem Behandlungstisch (s. Abb. 4). Eine Hand war auch hier
immer in der Nähe des Probanden, um plötzlichen Fluchtversuchen vorzubeugen.
Zum Messen wurde der TonoVet® horizontal positioniert und im Abstand von ca. 4- 8
mm an die Hornhaut gehalten (s. Abb. 5). Durch Druck auf den Auslöseknopf
schnellte die Probenspitze nach vorne und maß so den IOD.
Abb. 4: Messung mit dem TonoVet® am unfixierten Tier (Pog. vitticeps)
Abb. 5: Messvorgang (Reboundverfahren) TonoVet® (Pog. vitticeps)
42
Material und Methoden
Das Gerät benötigt sechs gültige Einzelwerte, um hieraus intern den Endwert zu
ermitteln- der niedrigste bzw. höchste Wert wird jeweils vom Gerät verworfen und der
Endwert aus den verbleibenden vier Werten geräteintern gemittelt. Folglich wurde
die Hornhaut für einen Messvorgang mehrmals hintereinander touchiert. Ein
Signalton bestätigte sechs gültige Messungen; wichen diese allerdings signifikant
voneinander ab (SD > 2,5 mmHg), wurde dies neben einem veränderten Signalton
auch auf dem Display angezeigt (hochgestellter Querbalken neben dem „d“). Geringe
Messwertabweichungen (SD zwischen 1,8 und 2,5 mmHg) wurden durch einen
untergestellten Stich neben dem „d“ angezeigt. Es wurden ausschließlich Werte mit
geringer bzw. ohne Standardabweichung und nur solche, bei denen die Hornhaut bei
der Messung zentral getroffen wurde, verwendet.
3.2.4.4 Messung mit dem TonoPen®
Das TonoPen® stellte das zweite Messgerät zur Augeninnendruckmessung dar.
Auch dieses Gerät wurde gemäß Herstellerhinweise, folglich also unter vorheriger
LA- Applikation, (Herstellerinformation Medtronic Solan, USA- 32245) für alle unter
3.2.4.2 genannten Messungen angewandt.
Funktionsweise des TonoPen®- Dieses Gerät funktioniert nach dem ApplanationsIndentationsprinzip und hat das ursprüngliche Tonometer dieser Art, das MackayMarck Tonometer, abgelöst (DE MORAES et al., 2008). Die drei momentan
verfügbaren Modelle (TonoPen-®VET, TonoPen®XL, TonoPen®AVIA) arbeiten alle
nach demselben Prinzip und unterscheiden sich jeweils nur in ihrem Design und vor
allem in der Größe der Probenspitze. Für diese Studie wurde ausschließlich das
TonoPen®VET verwendet. Das digitale Tonometer ist ebenfalls sehr leicht (je nach
Modell 59,4 bis 71g), tragbar und batteriebetrieben. Die Probenspitze, die mit einem
Einmalschutz aus Latex verkleidet wird, wird zentral und plan auf die lokal betäubte
Hornhaut gedrückt bis die Fläche unter der Probenspitze (3 mm) applaniert ist. Zur
Messung muss die Hornhaut mehrmals im rechten Winkel touchiert werden. Beim
Applanationsvorgang kommt es zu einer Verschiebung des Messkopfes gegen die
Tonometerspitze und somit zu einer Spannungsänderung. Diese wird in ein
elektrisches Signal transformiert und dann an einen Single Chip Mikroprozessor
weitergeleitet, der aus mehreren gültigen Messungen letztendlich den Mittelwert
berechnet und anzeigt (KNIESTEDT et al., 2008; TANDLER, 2013). Alle Modelle
des TonoPen® sind vom Hersteller vorkalibriert, allerdings sollte vor jedem
Messvorgang eine Autokalibration durchgeführt werden (Herstellerinformation
Medtronic Solan, USA- 32245).
Vorbereitung- Vor jedem Messvorgang wurde das Gerät wie empfohlen kalibriert:
hierfür wurde das Gerät mit der Probenspitze nach unten gehalten und der
Startknopf kurz hintereinander zweimalig gedrückt bis ein Signalton ertönte und das
Display „CAL“ anzeigte. Nach einer kurzen Wartezeit (ca. 15 Sekunden) ertönte ein
43
Material und Methoden
zweites Signal und das Display zeigte „UP“ an. Nun musste das Gerät schnell nach
oben gedreht werden, so dass die Probenspitze senkrecht zur Decke zeigte. Eine
erfolgreiche Autokalibrierung und damit die Inbetriebnahme wurde kurz darauf mit
einem „Good“ auf dem Display und einem Signalton angezeigt. Falls „bAd“ angezeigt
wurde, musste dieses Procedere wiederholt werden (Herstellerinformation Medtronic
Solan, Jacksonville, USA). Erst nach erfolgreicher Kalibrierung war der eigentliche
Messvorgang möglich. Vor jeder Messung wurde die Probenspitze mit einer EinmalSchutzhülle („Ocu-Film“) versehen. Diese schützte den Mikroprozessor vor
Verschmutzung und mechanischer Beschädigung, verhinderte eine Keimübertragung
zwischen den Patienten und stellte zudem einen Bestandteil des Messsystems dar.
Messvorgang- Initial wurde ein Tropfen Lokalanästhetikum(0.5% Proparacain-POS®,
CP Pharma, Burgdorf) in beide Augen appliziert und der Proband dann für zwei
Minuten in sein Behältnis zurückgesetzt. Der Proband wurde für den Messvorgang
auf die linke Hand einer Hilfsperson gesetzt und von dieser mit der anderen Hand
rechts und links am Kiefer fixiert ohne Druck auf die Nacken- oder Halsregion
auszuüben. Während des Messvorgangs musste der TonoPen® nicht zwingend
horizontal gehalten werden, da der Messvorgang lageunabhängig funktioniert. Dann
wurde das Gerät am Starknopf eingeschaltet und wie ein Stift in der Hand gehalten.
Wenn das Signal zur Messung (angezeigt durch „====„) ertönte, wurde die
verkleidete Probenspitze im Abstand von ca. 1, 5 cm senkrecht vor die Hornhaut
gehalten (s. Abb. 6) und diese mit leichtem Druck zentral angetippt. Diese Berührung
wurde mehrmals wiederholt und gültige Messungen jeweils mit einem hellen
Signalton akustisch bestätigt. Waren vier gültige Applanationen erfolgt, wurde dies
vom Gerät durch einen finalen Signalton bestätigt und der Messwert erschien in
mmHg auf dem Display.
Der Endmesswert wird beim TonoPen® aus zwei bis zehn gültigen Einzelmessungen
berechnet. Gleichzeitig gibt das Display die statistische Zuverlässigkeit (Koeffizient)
des Messwertes, gestaffelt in 5, 10, 20 und > 20 % an. Nach Empfehlung des
Herstellers wurden ausschließlich Werte akzeptiert, die eine SD von ≤ 20%
aufwiesen bzw. solche, bei denen die Hornhaut wirklich zentral getroffen wurde und
kein Lidschluss während der Applanation beobachtet werden konnte.
Nach
Anschalten des Gerätes musste innerhalb von 15 Sekunden gemessen werden,
sprich ein Applanationsvorgang erfolgt sein, sonst schaltete sich das Gerät
automatisch ab (Handbuch TonoPen®, Medtronic Solan, Jacksonville, USA).
44
Material und Methoden
Abb. 6: Ansatz des TonoPen® an der Hornhaut, dargestellt am unfixierten Tier
3.2.4.5 Messsequenzen
Messungen mit beiden Tonometern fanden wie unter 3.2.4.2 erläutert mehrmals (Tag
2 und Tag 3) über die Dauer des stationären Aufenthaltes statt. Bei jeder
Messsequenz (morgens, mittags, abends, unter LA und unterhalb der POTZ) wurde
mit beiden Tonometern jeweils drei Mal hintereinander gemessen und später der
Durchschnitt dieser drei Messungen für die statistischen Berechnungen verwendet.
Bei jeder Messung wurde die Reihenfolge der Augen erneut zufällig ausgewählt. Da
die Messung mit dem TonoPen® ein Lokalanästhetikum benötigt, wurde diese
Messung nach dem TonoVet® durchgeführt und eine Pause zwischen den beiden
Messverfahren von mindestens 10 Minuten eingeräumt, um eine gegenseitige
Beeinflussung der Ergebnisse durch den vorherigen Messvorgang (Tonographieeffekt) zu vermeiden.
3.2.4.5.1 Diurnale Messungen innerhalb der POTZ
Die diurnalen Messungen wurden einmalig jeweils morgens (9:00- 10:00h), mittags
(13:00- 14:00h) und abends (17:00- 19:00h) durchgeführt. Für diese Messungen
wurden die Tiere im Untersuchungsraum (gleichzeitig Unterbringungsraum) auf einen
Behandlungstisch gesetzt (TonoVet®) bzw. in der Hand fixiert (TonoPen®). Es wurde
darauf geachtet, dass hierbei die Umgebungstemperatur annähernd der POTZ
entsprach: Die Probanden wurden nur für den Messvorgang aus ihren Terrarien
entnommen und die Raumtemperatur wurde durch ständige Raumbeheizung auf 26
bis 28° gehalten. Zusätzlich befand sich bei jedem Messvorgang eine Wärmematte
(Thermolux® Wärmeunterlage, 15 Watt, Witte + Sutor GmbH, D- 71540 Murrhardt)
unter dem Tier und der Messort wurde beleuchtet. Vor der ersten Messung des
45
Material und Methoden
Tages wurde zudem die Körperinnentemperatur mittels kloakal eingeführtem (ca. 2,5
cm), abgerundeten Messfühler (K-Typ®, OMEGA Engineering, Inc., Stamford, USA)
sowie die Körperoberflächentemperatur mittels zentral auf den seitlichen Rumpf
gerichtetem Laserthermometer (Voltcraft ® IR 260-85, Infra Red Thermometer,
Messbereich 30 bis 260 ° C, Conrad Electronic SE, D- 92240), erfasst. Die
Temperaturmessung sollte erstens sicherstellen, dass die Tiere ausreichend warm
waren und zudem Vergleichswerte für die Messungen im Kalten (merklicher
Temperaturabfall) liefern. Die Messung der Kloakaltemperatur wurde nur einmalig im
Rahmen der Tagesmessungen (Messungen innerhalb der POTZ) durchgeführt, um
Stress sowie die Verletzungsgefahr durch Abwehrbewegungen des Tieres
(Verletzung bzw. Perforation der Kloake durch Messfühler) zu minimieren. Die
Umgebungstemperatur während der Messung (Behandlungstisch) sowie die
Temperatur in den Terrarien wurden dagegen repräsentativ morgens und abends
jeweils vor der betreffenden Messung erfasst.
3.2.4.5.2 Messungen unter Lokalanästhetikum (TonoVet®)
Im Anschluss an die letzte Messung des Tages fand eine weitere Messung mit dem
TonoVet® unter LA statt, um potentielle Einflüsse bei einer Messung nach
Applikation von LA im Falle von unkooperativen oder schmerzhaften Patienten zu
untersuchen. Hierfür wurde dem Probanden ca. eine halbe Stunde Erholungszeit
nach der Abendmessung eingeräumt und anschließend ein Tropfen
Lokalanästhetikum (0.5% Proparacain-POS®, CP Pharma, D- 31303) in beide Augen
instilliert. Nach zwei Minuten Einwirkzeit wurde dann erneut der IOD gemessen, auch
hier wieder ohne Fixation. Das Verhalten des Tieres nach der Instillation
(Abwehrbewegungen, Hinweise auf systemische Nebenwirkungen, Unwohlsein)
sowie auftretende Toleranzveränderungen wurden notiert.
3.2.4.5.3 Messungen unter Temperaturabfall
Am Folgetag wurde die abschließende Messung in kalter Umgebung durchgeführt.
Hierfür wurden die Tiere vor Einschalten des Lichtes im Terrarium (ca. 7:45h) in
einen Klimaschrank (Ru Med® Rubarth Apparate GmbH Klima- Prüfschränke, Typ
4201, D- 30880), welcher in einem unbeheizten Raum stand, verbracht und dort bei
20° C für drei Stunden belassen. Der vollautomatische Klimaschrank ermöglichte
eine exakte und konstante Einstellung der genannten Temperatur und der
Luftfeuchtigkeit (40%). Es wurden bis zu vier Tiere gleichzeitig im Schrank belassen,
allerdings wiederum ohne jeglichen Sichtkontakt. Nach Ablauf der Kühlungszeit
wurden wieder Kloakal- und Körperoberflächentemperatur analog zu den Messungen
innerhalb der POTZ gemessen. Um ein „Aufwärmen“ der Probanden vor der
letztendlichen Messung zu vermeiden, wurden die Tiere für diesen Messvorgang im
46
Material und Methoden
Klimaschrank belassen. Hierbei saßen die Probanden auf einer Lage Zellstoff im
Klimaschrank und der Messvorgang wurde direkt dort vorgenommen.
3.2.5. Evaluierung der Tränenproduktion
Da bisher für keinen Tränentest bei Bartagamen Normwerte vorliegen, wurden im
Zuge des stationären Aufenthaltes zwei verschiedene Tests (s. Abb. 7) zur Messung
der Tränenproduktion evaluiert, um Normwerte aufstellen zu können. Um eine
gegenseitige Beeinflussung der beiden Tests, z.B. ein durch Hornhautirritation
erhöhtes Reflexvolumen, zu vermeiden, wurden die beiden Tests jeweils zur gleichen
Tageszeit (17:00 h bis 19:00h), aber an zwei verschiedenen Tagen bei allen Tieren
durchgeführt. Für diesen Teil der Messungen herrschten die gleichen
Umgebungsbedingungen für jeden Probanden wie für die Tonometrieversuche,
sprich die Messungen fanden im Untersuchungsraum (abends bei 26- 28°C) statt.
Abb. 7. Verwendete Tränentests
(links der EAPP in Originalverpackung, mittig der PRT, rechts eine einzelne
Papierspitze des EAPP zum Größenvergleich)
Beide Tests wurden jeweils beidseits nach Herstellerhinweis bzw. der EAPP- Test in
Anlehnung an die Literatur durchgeführt und auch hier die Reihenfolge der Augen
jedes Mal zufällig ausgewählt. Für jeden Test wurde neben dem eigentlichen
Testergebnis das Toleranzverhalten (eingeteilt in gut, mäßig gut und schlecht) sowie
der Zustand der Lider während der Messung (Lider offen, geschlossen, normales
Blinzeln oder Blepharospasmus) notiert. Bei beiden Tests wurde jeweils ein und
dieselbe Charge für alle Messungen verwendet.
47
Material und Methoden
3.2.5.1 Tränenproduktionsmessung mit dem Phenolrot- Test (PRT)
Der Phenolrot- Test (Zone Quick®; Menicon, Inc., FCI Ophthalmic, USA- 02359)
wurde im Zuge der initialen Augenuntersuchung an Tag 1 durchgeführt und fand
ganz zu Beginn derselben statt, um eine Messwertbeeinflussung durch Aufregung
oder Manipulation am Auge zu minimieren. Die Funktionsweise des Tests wurde
bereits unter 2.8.2 erläutert.
Die Tiere wurden analog zur TonoPen®- Messung fixiert (siehe 3.2.4.4) und so zum
Untersucher gedreht, dass man seitlich auf den Kopf des Tieres blickte. Es wurde
besonders darauf geachtet, dass keine freien Beinbewegungen möglich waren, die
ein Herauswischen des Tests möglich gemacht hätten. Vor der Testdurchführung
wurden die beiden Baumwollfäden aus ihrer Verpackung entnommen und an der
vorgefertigten Falz (3mm Länge) nochmals mit einer anatomischen Pinzette (Henry
Schein Medical Austria GmbH, A-1100) stärker abgeknickt, um ein leichteres
Einhängen und besseres Verbleiben im Bindehautsack zu ermöglichen. Zum
Einlegen des Tests wurde dann das Unterlid vorsichtig mit einer Augenpinzette nach
Gräfe (Henry Schein Medical Austria GmbH, A-1100) gefasst und so angehoben,
dass der Testfaden an der vorgefertigten Falz so tief wie möglich in das temporale
Drittel des unteren Bindehautsacks eingehängt werden konnte (s. Abb. 8). Hierbei
wurde darauf geachtet, dass keine Berührung des Fadens oder der Pinzette mit der
Hornhaut stattfand. Während der Messdauer von 15 Sekunden war es dem
Probanden erlaubt frei zu blinzeln. Nach Ende der Messzeit wurde der Faden
vorsichtig mit der Augenpinzette gefasst und aus dem Bindehautsack entnommen.
Sollte der Testfaden während der Messung herausgefallen bzw. verrutscht sein oder
zeigte der Proband zu starke Abwehrbewegungen, wurde der Test zunächst an der
Gegenseite durchgeführt und dann nach frühestens 3 Minuten am betreffenden Auge
wiederholt. Da dieser Test eine starke Fixierung des Patienten notwendig machte,
weil zusätzlich zu den Abwehrbewegungen ein Herausfallen des Tests durch die
geringe Tiefe des Bindehautsacks begünstigt wurde, wurden beide Augen kurz
nacheinander und nicht gleichzeitig getestet.
Zur Interpretation des Tests wurde die gesamte rot verfärbte Strecke (ungeachtet der
Falz) an einem digitalen Messschieber (Elektronische-Digital-Schieblehre 150 mm M
823-160, Brüder Mannesmann Werkzeuge, D- 42859) abgelesen und die Länge in
mm inklusive beider Nachkommastellen notiert. Anschließend wurde der Test analog
dazu am Gegenauge durchgeführt.
48
Material und Methoden
Abb. 8: Messung der Tränenproduktion mittels Phenolrot- Test (Pog. vitticeps)
3.2.5.2 Tränenproduktionsmessung mit Endodontic Absorbent Paper Points
(EAPP)
An Tag 2 des stationären Aufenthaltes wurde vor der Tonometrie- Abendmessung
sowie vor der LA- Applikation der zweite Tränentest durchgeführt. Das „Grundprinzip“
dieses Tests bzw. sein eigentliches Einsatzgebiet wurde bereits unter 2.7.3.
erläutert.
Von den konisch zulaufenden Papierspitzen (Roeko Paper Points; Coltène/
Whaledent GmbH + Co. KG, D- 89129) stehen von diesem Hersteller mehrere
Stärken zur Verfügung, die sich nur in ihrer Breite (Durchmesser der Spitze)
unterscheiden und farblich gekennzeichnet sind. Der Durchmesser der Papierspitzen
reicht von 0,15 bis 0,80 mm in Intervallen von 0,05 mm und die Standardlänge
beträgt 28 mm. Für diese Studie wurde, analog zum bisherigen Einsatz eines EAPP
zur Tränenproduktionsmessung bei Tieren (LANGE et al., 2012, 2013), die an ihrem
Ende 0,3 mm breite Papierspitze „Color- Size 30“ gewählt (s. Abb. 6) , da diese im
Test mit insgesamt zwölf Wurzelkanaltrocknungs- Spitzen hinsichtlich ihrer
Absorbierungsfähigkeit, den Kontrollstandards und der Standardisierbarkeit die
besten Ergebnisse erzielt hatte (EDWARDS und BANDYOPADHYAY, 1981).
Die Fixierung des Probanden erfolgte analog zu der für den Phenolrot- Test, so dass
eine Abwehrbewegung mit den Vorderbeinen unterbunden wurde und man im
rechten Winkel auf das Auge des Probanden blicken konnte. Analog zum PRT wurde
das Unterlid mittels Augenpinzette vorsichtig angehoben, der EAPP mit einer
49
Material und Methoden
anatomischen Pinzette am farblich markierten Ende gefasst und mit dem konisch
zulaufenden Anteil voran in das temporale Drittel des unteren Bindehautsackes
verbracht, ohne die Hornhaut zu berühren. Im Gegensatz zum PRT oder auch zum
Schirmer- Tränen- Test hängt dieser Test nicht im unteren Bindehautsack, sondern
zeigt aufgrund seiner Eigensteifigkeit vielmehr nach oben (s. Abb. 9). Der Proband
durfte während der Messzeit frei blinzeln und das Auge offen halten, wobei bei
extensivem Blinzeln der Test „herausgeblinzelt“ werden konnte und der Test
daraufhin analog zum PRT wiederholt wurde. Die Messzeit für diesen Test betrug in
Anlehnung an die o.g. Literatur eine Minute.
Durch das Aufsaugen der Tränenflüssigkeit wurde derjenige Anteil der vorher mehr
steifen Papierspitze aufgeweicht, der den flüssigen Tränenanteil erfasst hatte. So
konnte durch vorsichtiges Andrücken des EAPP auf eine harte Unterlage die
biegbare Strecke, welche dem aufgesaugten flüssigen Tränenvolumen entsprach,
mittels digitalem Messschieber im mm (wieder mit zwei Nachkommastellen)
abgelesen werden (s. Abb. 10). Das Ablesen des Tests wurde nicht nur durch die
Veränderung der Eigensteifigkeit der Papierspitze, sondern auch durch einen
leichten Farbumschlag (vollgesogenes Papier) ermöglicht.
Abb. 9: Messung der Tränenproduktion mit dem EAPP- Papierstreifen
(Pog. vitticeps)
50
Material und Methoden
Abb. 10: Interpretation des
EAPP- Tests
Bestimmung der vollgesaugten Fraktion des Teststreifens durch leichtes Andrücken auf einem Lineal;
anschließend genaue Abmessung dieser Strecke mit
einem digitalen Messschieber
3.2.5.2 Ergänzende Parameter
Ergänzend zu den beiden Tränentests wurden in Anlehnung an LANGE et al. (2012)
anatomische und physiologische Parameter für jedes Tier aufgenommen, die den
Tränentest an sich bzw. dessen Durchführbarkeit oder die Verteilung der
Tränenflüssigkeit beeinflussen könnten.
Blinzelfrequenz (BF)- Die Verteilung der Tränenflüssigkeit auf der Hornhaut
geschieht vor allem durch Blinzeln. Die Blinzelfrequenz wiederum kann u.U. über die
Tränenphysiologie (z.B. einen erhöhten Lipidanteil im Tränensekret) und dies
wiederum über eventuelle „Wassersparmechanismen“ Aufschluss geben (RAJAEI et
al., 2013; TROST et al., 2007). Um die BF zu evaluieren, wurde jedes Tier an Tag 2
des stationären Aufenthaltes vor der Mittagsmessung (Tonometrie) in eine eigene
Faunabox verbracht und diese im Untersuchungsraum auf eine Wärmematte gestellt.
Aus sicherer Entfernung (ca. 1 m) und unter Vermeidung weiterer störender
Bewegung wurde nun die Blinzelfrequenz über fünf Minuten ausgezählt. Durch die
überschaubare Größe der Faunabox und da sich die meisten Tiere in dieser sehr
ruhig verhielten, hatte der Untersucher fast durchgehend eine uneingeschränkte
Sicht auf die Augen des Probanden. Wurde der Kopf für längere Zeit weggedreht
oder erfolgten Ausbruchsversuche, wurde das Procedere wiederholt bzw. in seltenen
Fällen gestresste Tiere für die Auszählung der BF in ihrem Terrarium belassen.
51
Material und Methoden
Lidspaltenlänge (LS)- Die Größe der Lidspalte kann die Durchführbarkeit eines
Tränentests bestimmen bzw. diese einschränken (LANGE et al., 2012). Um
grundsätzlich die Dimensionen der Lidspalte bei Bartagamen zu evaluieren, wurde
im Rahmen der OU die Lidspaltenlänge erfasst. Hierfür wurde das Tier leicht am
Kopf fixiert und mittels digitalem Messschieber (Elektronische-Digital-Schieblehre
150 mm M 823-160, Brüder Mannesmann Werkzeuge, D- 42859) die horizontale
Länge der Lidspalte (gemessen vom äußeren nasalen Lidwinkel bis zum äußeren
temporalen Lidwinkel) in mm- wieder auf zwei Nachkommastellen genau- abgelesen
(s. Abb. 10).
Abb. 11:
Messung der Lidspaltenlänge mittels digitalem
Messschieber (Pog.
vitticeps)
3.2.6 Kalibrierung des TonoVet (Manometrie)
Da der TonoVet® nicht für Bartagamenaugen kalibriert ist, wurde parallel zu den
klinischen Messungen eine Kalibrierung durchgeführt, um Rückschlüsse auf den
wahren IOD zu ermöglichen. Hierbei wurde ein beliebiger Druck am enukleierten
Auge manometrisch eingestellt und diese Werte (d.h. der tatsächliche Druck)
stufenweise mit den jeweiligen Ergebnissen des TonoVet® verglichen. Ziel der
Manometrie war folglich, die Übereinstimmung zwischen den beiden Messverfahren
zu bestimmen, wobei die Manometrie die Referenzmethode darstellte.
Da sich der TonoPen® im klinischen Versuch leider als völlig ungeeignet für
Bartagamen erwies und aussagekräftige Messungen in der Klinik mit diesem Gerät
nahezu unmöglich erscheinen, wurde der Manometrieversuch ausschließlich mit dem
TonoVet® durchgeführt.
52
Material und Methoden
3.2.6.1 Versuchsmaterial
Für die Manometrie wurden frisch enukleierte Augen von Bartagamen genutzt, die im
Laufe des stationären Aufenthaltes oder der Routinesprechstunde bzw. im Notdienst
der Klinik für Heimtiere, Reptilien, Zier- und Wildvögel euthanasiert werden mussten
bzw. akut verstorben waren (s. Tab. 7). Es wurden ausschließlich Tiere verwendet,
deren Todesursache in keiner Weise mit den Augen assoziiert war und deren Augen
in der vorhergehenden Untersuchung befundfrei waren. So wurden vor der
Enukleation alle Tiere einer Augenuntersuchung mittels Spaltlampe unterzogen, um
morphologische Veränderungen ausschließen zu können, die den IOD bzw. den
Messvorgang an sich beeinflusst hätten.
Tab. 7: Versuchsmaterial des Manometrieversuchs
Art
Alter [Jahre]
Todesursache/
Euthanasiegrund
Anzahl
verwendeter
Augen
Pogona vitticeps
6
Hgr. Hinterbeingangrän
1
Pogona vitticeps
1
Koprostase, Lungenblutung
2
Pogona vitticeps
10
Gallenblasenstein
2
Pogona vitticeps
8
Koprostase
2
Pogona vitticeps
4
Mycobakteriose
2
Pogona vitticeps
unbekannt
(adult)
Gangränöse
Schwanzentzündung
2
Pogona vitticeps
10
Lebertumor, Kachexie,
Gicht
2
Pogona vitticeps
2
Legenot
2
Pogona vitticeps
unbekannt
(adult)
Kachexie, Enteritis
2
Pogona vitticeps
unbekannt
(adult)
MBD, Kachexie, Schwäche
2
Pogona vitticeps
unbekannt
(adult)
Perikarderguss, Kachexie
2
Gesamt
21
53
Material und Methoden
Die Augen wurden umgehend, maximal 3 h post mortem enukleiert und
anschließend für höchstens 6 Stunden in 0,9% iger NaCl- Lösung (Isotone
Kochsalzlösung 0,9%, Braun Melsungen AG, D- 34212) im Kühlschrank bei 6- 8°C
gelagert. Die Enukleation erfolgte über Resektion der Lider und anschließende
vorsichtige Enukleation des Bulbus durch zirkumferentes Abpräparieren, wobei das
Septum geschont wurde, um nicht den benachbarten Bulbus zu beschädigen.
3.2.6.2 Versuchsdurchführung
Während des gesamten Manometrieversuches wurden die Augen ständig mit 0,9%
iger NaCl- Lösung (Isotone Kochsalzlösung 0,9%, Braun Melsungen AG, D- 34212)
feucht gehalten und in regelmäßigen Abständen mit der Handspaltlampe auf
postmortale Veränderungen bzw. Beschädigungen durch das Messgerät
(Hornhautödem, Kollabieren der Hornhaut, Hornhautläsionen etc.) geprüft. Der
Versuchsaufbau ist in Abb. 12 dargestellt.
Abb. 12: Versuchsaufbau zur manometrischen Kalibrierung des TonoVet®
Das enukleierte Auge wurde horizontal in einen Sockel aus Modelliermasse (Fimo®
soft Indischrot 56 g, Staedtler Mars GmbH & Co. KG, D- 90427) platziert, der die
54
Material und Methoden
Orbita nachempfinden sollte. Für die Messungen wurde ein geschlossenes System
verwendet, welches vor Kannulation des Auges auf Dichtigkeit und Luftblasen
geprüft und vor Anschluss an das Auge komplett mit 0,9% iger NaCl- Lösung gefüllt
wurde. Dann wurde vorsichtig transskleral eine Kanüle (24 G, Länge 25 mm, B.
Braun Melsungen AG, D- 34209) in das Auge eingestochen, die an einem offenen
Dreiwegehahn (Dreiwegehahnsystem "PSU", blau, Fresenius Kabi AG, D- 61346)
befestigt war. Mit dem Dreiwegehahn wurde eine Heidelberger Verlängerung
(Heidelberger Verlängerung, Länge 140 cm, Braun Melsungen AG, D- 34212)
verbunden, die wiederum an ein höhenverstellbares NaCl- Reservoir (Isotone
Kochsalzlösung 0,9%, 250 ml, Braun Melsungen AG, D- 34212) koppelte, welches
an einen Infusionsständer gehängt wurde. Der dritte Ausgang des Dreiwegehahns
wurde über eine weitere Heidelberger Verlängerung (Heidelberger Verlängerung,
Länge 140 cm, Braun Melsungen AG, D- 34212) mit dem Manometer (DD-890, ATP
Messtechnik GmbH, D- 77955) verbunden. Das Dreiwegehahnsystem und die
Schläuche in der Nähe des Auges wurden zusätzlich mit Klebeband fixiert, um
bewegungsbedingte Läsionen um den Einstichkanal zu vermeiden. Das Manometer
wurde vor den Untersuchungen vom Landesamt für Mess- und Eichwesen
Niedersachsen überprüft und geeicht.
Am Display des Manometers konnte nun der Druck im System abgelesen und durch
Höhenverstellung des NaCl- Reservoirs dieser beliebig variiert werden. Nun wurde
der Druck in Schritten von jeweils 5 mmHg von 5 bis 60 mmHg erhöht und pro
Druckstufe eine Wartezeit von zwei Minuten eingeräumt, damit sich der Druck im
Auge verteilen konnte. Dann wurde pro Stufe der Druck mittels TonoVet® gemessen
(s. Abb. 13), wobei wieder drei gültige Durchschnittswerte ermittelt wurden.
Abb. 13. Messung mit dem TonoVet® am enukleierten Bartagamenauge im
Rahmen des Manometrieversuchs
55
Material und Methoden
Eine Einstellung des Manometers war durch die nur relativ groben Bewegungen des
NaCl- Reservoirs (Höhenverstellung am Infusionsständer) nicht immer auf exakt 5
mmHg möglich, so dass der Druck in einem Toleranzbereich von ± 0,3 mmHg pro
Druckstufe eingestellt wurde. Leckagen an der Einstichstelle wurden makroskopisch
nicht beobachtet, deshalb wurde auf eine routinemäßige Versiegelung mittels
Sekunden- oder Gewebekleber verzichtet, um die Elastizität der Hornhaut bzw.
Sklera nicht zu beeinflussen. Kleine, nicht mit dem bloßen Auge sichtbare Leckagen
wurden in der Regel durch das Manometer angezeigt (Druckabfall), wurden aber
durch das stetig offene System ausgeglichen.
3.2.7 Statistische Auswertung
3.2.7.1 Klinischer Versuch (Tonometrie)
Die Messwerte des Augeninnendrucks morgens, mittags und abends sowie
unter Einfluss von Lokalanästhetika oder Kälte wurden als quantitative
Größen anhand von Mittelwert und Standardabweichung, Minimum und Maximum
sowie den Quartilen inkl. Median deskriptiv dargestellt und mittels
Kolmogorov-Smirnov-Test oder bei kleinen Fallzahlen (Pogona henrylawsonii) mit
dem Shapiro-Wilk-Test auf Normalverteilung geprüft. Da die Werte nicht
normalverteilt waren, erfolgte die Analyse mittels nicht-parametrischer Methoden.
Um Richtwerte angeben zu können, wurde daher auch der Median als zentrales
Lagemaß gewählt; um die Genauigkeit der Schätzung wiederzugeben, wurden
zudem das 95%-Konfidenzintervall genannt.
Die Messungen am linken und rechten Auge wurden als abhängige Beobachtungen
mittels Wilcoxon-Test für Paardifferenzen miteinander verglichen. Da bei keinem der
Tiere ein signifikanter Seitenunterschied nachweisbar war, wurden die Werte der
beiden Seiten gemittelt und im Folgenden zusammen analysiert. So wurden die
beiden hier untersuchten Arten mittels U-Test verglichen, wie auch die
männlichen mit den weiblichen Tieren. Inwieweit Alter und Gewicht
Einfluss
auf
die
gemessenen
Werte
nahmen,
wurde
mittels
Korrelationsanalyse nach Spearman untersucht. Die graphische Darstellung erfolgte
mittels Boxplots.
Es wurde stets zweiseitig getestet und ein Signifikanzniveau von 5%
zugrunde
gelegt.
Die
statistische
Auswertung
der
Ergebnisse
des
Tonometrieversuches erfolgte in Zusammenarbeit mit Medistat GmbH Kiel, unter
Nutzung des Statistikprogrammes SPSS® Statistics 21 (SPSS Inc. an IBM
Company, Chicago, IL).
56
Material und Methoden
3.2.7.2 Messung der Tränenproduktion
Die Normalverteilung wurde durch den Kolmogorov- Smirnov Test geprüft. Da für
beide Tests keine Normalverteilung vorlag, wurden rechtes und linkes Auge mit
gepaartem t- Test miteinander verglichen. Zur Bestimmung von Normbereichen
wurde die deskriptive Statistik (Median, 95% CI, Min- Max, für nicht- normal verteilte
Werte) für alle gemessenen Tränenwerte zunächst für beide Augen einzeln und dann
für beide Augen kollektiv (OU) berechnet (Microsoft Excel 2010, Microsoft
Corporation, Redmond WA, USA). Für letztgenanntes Procedere wurde aus jedem
Augenpaar jeweils ein Auge nach dem statistisch zulässigen Würfelprinzip
randomisiert und mit diesem gerechnet. Um eine mögliche Korrelation der
Tränenwerte mit den quantitativen Parametern Gewicht, Alter, Blinzelfrequenz und
Lidspaltenlänge zu ermitteln, wurde eine Rangkorrelation nach Spearman gerechnet.
Der Zusammenhang zwischen den Tränenwerten und qualitativen Parametern wie
Geschlecht und Art wurde mit dem ungepaarten t- Test untersucht.
Um die beiden Tests hinsichtlich der Streuung ihrer Werte miteinander zu
vergleichen, wurde die durchschnittliche Abweichung vom Median je Test
herangezogen (gepaarter t- Test).
Für die statistische Auswertung der Tränenproduktionsmessung wurde SigmaStat
2.03 (Systat Software GmbH, Erkrath, Deutschland) verwendet.
3.2.7.3 Ergänzende Parameter
Lidspaltenlänge und Blinzelfrequenz wurden mittels deskripitiver Statistik (Mittelwert,
SD, Min- Max) ausgewertet (Microsoft Excel 2010, Microsoft Corporation, Redmond
WA, USA).
3.2.7.4 Manometrie (Kalibrierung des TonoVet®)
Für die Übereinstimmungsanalyse zweier Messverfahren sind unabhängige
Beobachtungen erforderlich, so dass zunächst jeweils ein Auge aus den zehn
Augenpaaren zufällig ausgewählt wurde. Inklusive dem einzelnen Auge wurde im
Manometrieversuch so mit 11 Augen gerechnet. Für beide Verfahren, Manometer
und Tonometer, wurde die deskriptive Statistik für die Messungen und die erzielten
Differenzen zwischen den beiden Verfahren berechnet (Mittelwert und
Standardabweichung, Minimum und Maximum sowie Quartile inkl. Median).
Da eine notwendige Bedingung für die Übereinstimmung zweier Messverfahren eine
hohe Korrelation ist, wurde zunächst eine Korrelationsanalyse nach Pearson je
Druckstufe durchgeführt. Dann wurde mittels t- Test für verbundene Stichproben
geprüft, ob sich die beiden Verfahren signifikant in ihren Messungen unterscheiden.
Veranschaulicht wurden die Ergebnisse anhand eines Streudiagramms (Scatterplot).
57
Material und Methoden
Es wurde zweiseitig getestet und ein Signifikanzniveau von 5% zugrunde gelegt.
Eine Alpha-Adjustierung für multiples Testen fand nicht statt, die Ergebnisse haben
demnach explorativen und beschreibenden Charakter. Für die Durchführung der
statistischen Berechnungen wurde wiederum IBM SPSS® Statistics 21 (SPSS Inc.
an IBM Company, Chicago, IL) und BiAS für Windows, Version 10.04 (Epsilon
Verlag, D- 25785) eingesetzt.
3.3 Genehmigung der Tierversuche
Die im Rahmen dieser Arbeit erfolgten Untersuchungen und invasiven Eingriffe
(Blutentnahme) wurden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz
und Lebensmittelsicherheit als Tierversuchsvorhaben (Aktenzeichen 33.9-42502-0513A299) genehmigt.
58
Ergebnisse
4. Ergebnisse
4.1. Klinische Allgemeingesundheit, Labor- und Röntgenuntersuchungen
Insgesamt waren 60 Tiere der Gattung Bartagame in die Studie inkludiert, wobei 56
streifenförmige Bartagamen (Pogona vitticeps) und vier Zwergbartagamen (Pogona
henrylawsonii) verwendet wurden. Die Tierdaten wurden bereits in Tab. 6 dargestellt.
Anteilig beinhaltete die Studie 48 adulte (> 2 Jahre) und 8 juvenile Tiere. Keiner der
Probanden befand sich zum Zeitpunkt der Untersuchungen in der Hibernationsphase
oder in Vorbereitung auf diese.
Im Rahmen der Studie wurden drei Tiere mit akutem Krankheitsgeschehen
vorgestellt (Tumorverdacht, Kachexie, akute metabolische Knochendystrophie),
welche nach Erhebung dieser Befunde in der Allgemeinuntersuchung bzw. in der
Röntgenuntersuchung aus der Studie ausgeschlossen wurden. Alle weiteren
inkludierten Tiere waren in der Allgemeinuntersuchung frei von klinisch relevanten
Erkrankungen.
Bei 11 der 60 Tiere (18,33%) war der Ernährungszustand (EZ) als gut bis sehr gut
einzustufen. Bei 3 Bartagamen (5%) waren Eier palpierbar bzw. röntgenologisch
darstellbar; diese Tiere befanden sich nicht in der akuten Legephase bzw. hatten
noch keine Grabeaktivität gezeigt. Bei 6 Tieren (10%) konnte zum Zeitpunkt der
Untersuchung eine Follikelanbildung nachgewiesen werden. 5 Bartagamen (8,33%)
waren Farbzuchten (Leatherback bzw. Hypo Trans oder Hybride aus diesen).
Der Großteil der Tiere hatte einen kompletten Schwanz ohne Achsenabweichungen
(n= 40, 66,66%). 14 Bartagamen (23,33 %) zeigten einen Verlust des caudalen
Schwanzendes in unterschiedlicher Ausprägung, eine Achsenabweichung lag bei 6
Tieren vor (10,00%). Eines der letztgenannten Tiere wies eine angeborene
Schwanzanomalie (Weichteileinschnürung, partielle Fusionierung der Schwanzwirbel) auf.
Bei einem geringen Teil der Probanden (n=7, 11,66%) war keine Blutentnahme
möglich, da diese weniger als 100g wogen bzw. in einem Fall die o.g.
Schwanzanomalie dazu führte, dass kein Blut aus der ventralen Schwanzvene
genommen werden konnte. Bei allen anderen Tiere zeigte die Blutchemie keine
(n=15, 28,30 %) bzw. nur ganz ggr. Abweichungen (n= 38, 71,69%).
Die röntgenologische Untersuchung ergab bei dem größten Teil der Tiere keine
abweichenden Befunde. Eine Ei- bzw. Follikelanbildung wurde als radiologischer
Befund, aber nicht als Erkrankung eingestuft. Bei den Schädelröntgenaufnahmen
waren bei allen Probanden in den latero- lateralen Projektionen die Skleralringe
darstellbar (s. Abb. 14). Bezüglich des Schädels konnten ansonsten keine
relevanten, die Orbita betreffenden Befunde erhoben werden.
59
Ergebnisse
Abb. 14: Linksanliegende Schädelaufnahme, latero- laterale Projektion,
Schädel um ca. 45° verkippt. Pfeil: Skleralring des linken Bulbus
4.2 Augenuntersuchung
Die Adnexen, die Hornhaut bzw. Sklera und das gesamte vordere Augensegment
konnten mittels Spaltlampe bei allen Tieren gut dargestellt werden. Die
Augenuntersuchung wurde von allen Probanden gut toleriert und konnte in der Regel
ohne Fixation durchgeführt werden. Lediglich die Applikation des Fluoreszeins
erforderte eine leichte Fixation des Kopfes. Wie bereits geschildert war eine
Fundusbeurteilung nicht möglich.
Alle in diese Studie inkludierten Tiere waren frei von Erkrankungen des vorderen
Augensegmentes und zeigten ein unauffälliges Sehvermögen. Die einzigen
abweichenden Befunde betrafen die Lider: Bei 26 Tieren schien das Unterlid
beidseits ggr. herabzuhängen (43,3%), wobei dies nur schwach und ohne
gleichzeitige Drehung ausgeprägt war. Deshalb wurden diese Befunde nicht als
Ektropium, sondern als Makroblepharon eingestuft (s. Abb. 15). Hier war im
Gegensatz zu den anderen Probanden jeweils ein Teil der Sklera sichtbar.
Betreffende Probanden waren alle über 4 Jahre alt. Bei je einem Tier (n=1, 1,66%)
konnte außerdem eine einseitige Hyperpigmentierung des Unterlides, ein
Substanzverlust am Unterlid (s. Abb. 16) und eine kleine Zubildung, ebenfalls am
Unterlid, festgestellt werden. Letzt genannte Befunde beeinträchtigten das
Sehvermögen bzw. die inneren Strukturen des Auges nicht, führten in einzelnen
Fällen aber zum Ausschluss von der Messung der Tränenproduktion.
60
Ergebnisse
Abb. 15: Herabhängendes
Lid
bei
Pog.
vitticeps
(männlich, 10 Jahre alt),
eingestuft als Makroblepharon,
da keine gleichzeitige Drehung
des Unterlids vorhanden. Teile
der Sklera sind sichtbar (Pfeil)
Bei den Farbzuchten waren die Lider deutlich prominenter und die Iris durchweg
dunkelbraun gefärbt (s. Abb. 17). Die Ergebnisse und das zugehörige
Beurteilungsschema der einzelnen Tests im Rahmen der OU sind in Tab. 8
dargestellt. Die Augen der Zwergbartagamen unterschieden sich von denen der
Bartagamen lediglich in ihrer Größe, nicht aber in ihrer Morphologie.
Abb.
16:
Einseitiger
partieller
Lidrandverlust (Pog. vitticeps)
Abb. 17: Hypo Trans Farbform mit
deutlich wulstigen und stachellosen
Lidern und auffallend dunkler Iris
(Pog. vitticeps)
61
Ergebnisse
Tab. 8: Ergebnisse der Tests im Rahmen der Augenuntersuchung (n= 60 Tiere)
Test
Lidreflex OD
Lidreflex OS
Direkter Pupillarreflex OD
Direkter Pupillarreflex OS
Bewertungsschlüssel
n
vorhanden
59
nicht vorhanden
1
vorhanden
59
nicht vorhanden
1
< 3 Sekunden (prompt)
20
> 3 Sekunden* (verzögert)
3
nicht vorhanden°
37
< 3 Sekunden (prompt)
31
> 3 Sekunden* (verzögert)
3
nicht vorhanden°
26
°davon Pupillarreflex einseitig abwesend
16
*davon Pupillarreflex einseitig verzögert
6
Teilnahme an Umwelt
Reaktion auf taktile Reize
Reaktion auf rasche Annäherung
Fütterungsversuch (Anvisieren und
Greifen der Beute)
Kopfhaltung
Fluoreszeintest*
vorhanden
60
nicht vorhanden
0
vorhanden
38
nicht vorhanden
17
verzögert
5
vorhanden
51
nicht vorhanden
4
verzögert
5
prompt
50
verzögert
6
nicht erfolgt
4
physiologisch
60
abnormal
0
positiv
0
negativ
60
* Fluoreszeintest (sowohl vorher als auch nachher), OD= rechtes Auge, OS= linkes Auge
62
Ergebnisse
Im Rahmen der Augenuntersuchung wurde außerdem die Irisfarbe der einzelnen
Probanden erfasst, um ggf. eine Geschlechtsassoziation nachzuweisen. Es konnte
kein Zusammenhang von Geschlecht und Irisfarbe gefunden werden (p= 0,901).
4.3 Messungen mit dem Tonovet®
Bei allen 60 Probanden konnten die geplanten Messungen mit dem TonoVet®
durchgeführt und pro Messvorgang die benötigten drei gültigen Messwerte erzielt
werden. Auch bei sehr kleinen Hornhautdurchmessern (Pogona henrylawsonii,
Jungtiere) war die Anwendung des TonoVet® problemlos möglich.
Der Messvorgang wurde von allen Probanden gut toleriert. Nur in einzelnen Fällen
war eine Fixation nötig, wobei die Tiere hier lediglich am Weglaufen gehindert
werden mussten; in diesen Fällen reichte eine Bewegungseinschränkung mit einer
Hand aus. Bei 12 Tieren (20%) konnte allerdings eine deutliche Toleranzänderung im
Laufe der wiederholten Messungen beobachtet werden, diese reagierten zunehmend
mit Lidschluss und Abwehrverhalten auf den Messvorgang. Die Messungen konnten
in diesen Fällen aber trotzdem ungehindert durchgeführt werden.
Auffallend war, dass bei nahezu allen Tieren ein mehr oder weniger starker Rückprall
des Kopfes bei Berührung der Hornhaut durch den Messkopf zu beobachten war.
Direkt nach Zurückschleudern des Kopfes wurde dieser wieder in physiologische
Position gebracht und die darauffolgende Messung unverändert gut toleriert. Nach
dem Rückprall des Kopfes wurden keine Hinweise von Unwohlsein wie
beispielsweise
Blepharospasmus,
Fluchtversuche
oder
Abwehrreaktionen
beobachtet.
4.4 Messungen mit dem TonoPen®
Es war nicht möglich, auswertbare Messergebnisse mit dem TonoPen® zu erzielen.
Selbst unter der vom Hersteller empfohlenen Anwendung von Lokalanästhetikum
und mit starker Fixierung des Kopfes wurde die Berührung der Hornhaut durch die
relativ große Probenspitze (s. Abb.18) nicht toleriert. Ein Großteil der Tiere reagierte
bereits bei Annäherung des Messgerätes an die Hornhaut mit starken
Abwehrbewegungen oder einem dauerhaften Lidschluss. Am häufigsten jedoch
konnte der Applanationsvorgang an sich nicht durchgeführt werden, da bei der ersten
Berührung der Hornhaut mit dem verhältnismäßig großen Messkopf eine starke
Abwehr bzw. ein dauerhafter Lidschluss erfolgte. So konnte nicht adäquat Kraft auf
die Hornhaut ausgewirkt werden. Auch die starke Fixation, die notwendig war, um die
Hornhaut im richtigen Winkel zu treffen und um Verletzungen durch ruckartige
Abwehrbewegungen zu vermeiden, wurde durch einen Großteil der Tiere schlecht
toleriert.
63
Ergebnisse
Bei den Zwergbartagamen bzw. bei Jungtieren konnte das Messgerät von vornherein
nicht richtig angesetzt werden, da der Messkopf annähernd die Größe der gesamten
Lidspalte hatte.
Abb. 18: Relation Messkopf TonoPen® zu Hornhautoberfläche bei einer
Bartagame (Pog. vitticeps)
4.5. Messsequenzen Tonometrie
Es konnte bei keiner der Messungen ein signifikanter Unterschied zwischen rechtem
und linken Auge nachgewiesen werden (p> 0,05), deshalb wurden alle Ergebnisse
der unterschiedlichen Messungen des linken und rechten Auges auch zusammen
berechnet und werden hier aus Gründen der Praktikabilität in IOD OU (IOD beidseits)
angegeben.
Es konnte ein signifikanter Unterschied zwischen den beiden Arten festgestellt
werden (p= 0,023), wobei der durchschnittliche IOD bei den vier Zwergbartagamen
höher lag (s. Tab. 9). Aufgrund der unzureichenden statistischen Teststärke bei
dieser geringen Fallzahl wurden alle zusätzlichen Berechnungen (Einfluss von
Tageszeit, Geschlecht, Alter, Körpergewicht, LA, Temperaturabfall) nur mit den
Bartagamen (Pogona vitticeps, n=56) durchgeführt.
4.5.1. Diurnale Messungen
Die Messergebnisse der Tagesverlaufsmessungen waren nicht normal verteilt (p<
0,05). Die Ergebnisse der diurnalen Messungen inklusive des Tagesdurchschnitts für
beide Arten sind in Tab. 9 dargestellt.
64
Ergebnisse
Insgesamt zeigten sich signifikant höhere IOD Werte am Morgen (p< 0,001). In Abb.
19 ist die Verteilung der durchschnittlichen Tageswerte graphisch gegenübergestellt.
Obwohl es signifikante Unterschiede zwischen den diurnalen Messwerten gab,
wurde aus Gründen der Praktikabilität auch ein Tagesdurchschnitt aus allen drei
Tageszeiten berechnet. Die Mediane unterscheiden sich statistisch ausschließlich im
Nachkommastellenbereich (s. Tab. 9), welcher durch das Messgerät nicht auf dem
Display angezeigt wird.
IOD OU
Min- Max
[mmHg]
Median
[mmHg]
CI 95%
[mmHg]
Pogona vitticeps (n= 56)
Tagesdurchschnitt
4,89 – 7,72
6,16
5,61 - 6,44
morgens
5,00 – 8,17
6,50
6,17 – 6,83
mittags
4,50 – 7,67
6,08
5,83 - 6,33
abends
3,5 – 7,83
6,17
6,00- 6,50
Pogona henrylwsonii (n=4)
Tab. 9: Ergebnisse der diurnalen Messungen (Tagesverlauf), n=60
Tagesdurchschnitt
6,22- 7,94
7,11
*
morgens
6,33- 8,50
7,16
*
mittags
6,00- 8,00
7,41
*
abends
6,33- 7,33
6,83
*
* aufgrund der kleinen Fallzahl (n=4) ist das Konfidenzintervall als zentrales Lagemaß nicht zu
berechnen
65
Ergebnisse
Abb. 19: Verteilung der durchschnittlichen Tageswerte (Pog.vitticeps) im
Boxplot
Dargestellt sind die signifikant höheren Messergebnisse für den Morgen. Obere und
untere Linie geben je den Min- Max Bereich an, das Rechteck beinhaltet das untere
Quartil (unterhalb schwarzen Linie), den Median (schwarze Linie) sowie das obere
Quartil. Bei den Abendmessungen finden sich vereinzelt sog. Ausreißer (Punkte).
4.5.1. Messungen unter Lokalanästhesie
Der durchschnittliche IOD OU nach Applikation von Lokalanästhesie betrug 6,33 (CI
95%: 6,00- 6,50) mmHg.
Die Gabe von LA hatte keinen signifikanten Effekt auf den IOD (p= 0,799). Als
Stichprobe wurde der Wert der Abendmessung herangezogen, da die Messung unter
LA zeitnah zu dieser durchgeführt wurde und so ein tageszeitlicher Einfluss
ausgeschlossen werden konnte.
Die Applikation war ohne Fixation möglich, da die Tiere ruhig in der Box sitzen
blieben und so von oben einen Tropfen in die Lidspalte appliziert werden konnte. Es
konnte allgemein eine deutliche Toleranzsteigerung mit Lokalanästhetikum
beobachtet werden. Der bei einigen Tieren erfolgte Rückprall des Kopfes war
merklich reduziert, es erfolgte kein Lidschluss zwischen den einzelnen
Hornhautberührungen und die Tiere blieben ruhiger sitzen.
10 Tiere (16,66 %) zeigten eine deutliche sofortige Irritation (Kopfschütteln,
Weglaufen, Blepharospasmus) auf die LA- Gabe, zwei Tiere (3,33%) reagierten mit
Tachypnoe bzw. deutlicher Mattheit. Nach Ablauf der Einwirkzeit (2 Min.) wiesen
aber alle Tiere wieder ein normales Verhalten auf.
66
Ergebnisse
4.5.2. Messungen unter Temperaturabfall
4.5.2.1 Temperaturaufzeichnung
Der Messzeitpunkt konnte morgens durch den Klinikablauf ggr. variieren (von 9:0010:00h), und die Terrarien unterschieden sich je nach Tiergröße und
Unterbringungskapazitäten, deshalb waren diese zum Zeitpunkt der ersten Messung
unterschiedlich stark „aufgeheizt“. In den Terrarien wurden so morgens
durchschnittliche Werte von 26-33°C (29,0±2,52°C) erreicht, gemessen kurz vor
Herausnahme des Tieres. Abends wurden in den Terrarien Temperaturen von 29-35
°C (31,89±2,79°C) erfasst. Die Temperatur im Untersuchungsraum am Ort der
Versuchsdurchführung lag durchschnittlich bei 26 bis 29°C (26,91±0,88°C). Die
Körperoberflächentemperatur betrug bei den Messungen innerhalb der POTZ 24,734,3 °C (30,17±2,56°C), die Kloakaltemperatur 25,1-36,5 °C (29.35±2,60°C).
Alle Messungen unter Temperaturabfall wurden bei 20° C Umgebungstemperatur
durchgeführt. Die Körperoberflächentemperatur betrug hier kurz vor der Messung
20,5-27,3 °C (24,10±1,28°C) und die Kloakaltemperatur 20,4-28,6 °C
(24,09±1,54°C). Der Temperaturunterschied im Vergleich zu den Messungen
innerhalb der POTZ betrug folglich an der Körperoberfläche 1,6-14,9 °C
(6,16±2,76°C) und kloakal 1,6-11,3 °C (5,30±2,54°C).
4.5.2.2 Einfluss der Temperaturabsenkung auf den IOD
Der durchschnittliche IOD OU unter Temperaturabfall lag bei 6, 54 (CI 95%: 6,176,67) mmHg.
Die IOD- Messungen nach Temperaturabsenkung fanden aufgrund der
Akklimatisierungszeit von drei Stunden zwischen 11:30h und 12:00h statt. Deshalb
war die Wahl der Stichprobe für den Vergleich mit den Messwerten innerhalb der
POTZ schwieriger als bei der Berechnung des Effekts von LA auf den IOD, wofür
jeweils die unmittelbar vorhergehende Abendmessung als statistische
Vergleichsgröße (Stichprobe) herangezogen wurde. Es wurden nun zunächst die
Morgenwerte als Stichprobe ausgewählt: hier wurde kein Unterschied zu den
Messwerten unter Temperaturabfall gefunden (p= 0,402).
Beschränkt auf den Aspekt der Temperatur ist der Vergleich mit den Mittagswerten
aussagekräftiger, da hier sowohl Terrarien als auch die Probanden vollständig
aufgewärmt waren. Deshalb wurden zusätzlich die Mittagswerte mit den IOD- Werten
unterhalb der POTZ verglichen. Hier fand sich ein signifikanter Unterschied (p<
0,001), wobei der IOD bei 22° C Umgebungstemperatur höher war als innerhalb der
Optimaltemperatur. Auch verglichen mit den Tagesdurchschnittswerten zeigte sich
ein signifikant höherer IOD bei Temperaturabfall (p= 0,006) (s. Boxplot Abb. 20).
67
Ergebnisse
Abb. 20: Verteilung der Werte unterhalb und innerhalb der POTZ (OU mean=
Tagesdurchschnitt) bei Pogona vitticeps
4.5.3 Einflussfaktoren auf den IOD
Verschiedene Einflussfaktoren auf den IOD wurden untersucht. Da sich die IODWerte der verschiedenen Tageszeiten statistisch signifikant unterschieden, mussten
diese Zusammenhänge gesondert für jeden Tageszeitpunkt untersucht werden.
Geschlechtseinfluss
Es konnte zu keinem Zeitpunkt ein Unterschied zwischen männlichen und weiblichen
Tieren festgestellt werden (p> 0,197).
Körpergewicht
Auch hinsichtlich des Körpergewichts gab es keinen Einfluss auf den IOD (p> 0,083).
Alter
Das Alter korrelierte lediglich schwach negativ und nur mit dem IOD abends (r = 0,379, p= 0,016), wobei die Korrelation hier, ersichtlich am niedrigen
Korrelationskoeffizienten, nicht klinisch relevant zu sein scheint.
Körperlänge (S-S)
Da mehrere Probanden einen inkompletten Schwanz (23,33%) bzw. eine
Achsenabweichung des Schwanzes (10%) aufwiesen und die Repräsentativität
dieses Parameters bei in menschlicher Obhut gehaltenen Echsen fraglich ist, wurde
dieser Parameter von den Berechnungen ausgeschlossen.
68
Ergebnisse
4.6 Messung der Tränenproduktion
Die Tränenproduktion konnte mit beiden Tränentests bei nahezu allen Probanden
gemessen werden. In Tab. 10 sind die Messergebnisse beider Tränentests
gegenübergestellt.
Tab.10: Gegenüberstellung der Messergebnisse beider Tränentests (Pogona
vitticeps und Pogona henrylawsonii)
Tränentest
Median [mm]
CI 95% [mm]
Min.- Max. [mm]
OD
9,03
8,75 - 11,04
2,98 - 20,02
PhenolrotTest
OS
10,00
8,76- 10,85
3,58 - 20,01
(n=58)
OU
9,19
8,73 - 10,90
3,12 - 20,02
OD
4,28
4,34 - 5,34
1,92 - 11,03
OS
4,55
4,44 - 5,18
2,06 - 9,13
OU
4,20
4,25 - 5,00
1,92 -9,13
EAPP Test
(n=59)
OD= rechtes Auge, OS= linkes Auge, OU= kollektiv
4.6.1 Phenolrot- Test
Der Phenolrotfaden wurde in der Regel gut toleriert. Der Test konnte bei allen
Probanden durchgeführt werden, außer bei einem Tier mit einseitigem Lidrandverlust
(vgl. Abb. 16) sowie einer Zwergbartagame (50 g KGW), bei welcher das Einhängen
des Fadens aufgrund des zu kleinen Bindehautsacks nicht möglich war. Der
Farbumschlag war ansonsten bei allen Probanden deutlich genug, um die
befeuchtete Strecke mühelos ablesen zu können.
Es konnte kein Unterschied zwischen rechtem und linkem Auge nachgewiesen
werden (p= 0,960) Die beiden Arten unterschieden sich nicht hinsichtlich der
gemessenen Tränenproduktion (p=0,169). Die Ergebnisse des PRT sind in Tab. 10
angegeben.
Problematisch war allerdings das Einlegen des Tests in den verhältnismäßig flachen
Bindehautsack, welcher das Einhängen des Fadens bis zum vorgefertigten Knick
69
Ergebnisse
oftmals erschwerte. Viele Tiere tolerierten das Fassen des Lids bis zur richtigen
Platzierung des Tests weniger gut als den Test selbst.
Während der 15 Sekunden Testzeit hielten die Probanden die Augen geschlossen,
Blinzeln oder Blepharospasmus konnte nicht beobachtet werden. Es war eine relativ
starke Fixation der Vorderbeine notwendig, da in den Vorversuchen bei wehrhaften
Tieren oftmals ein Herauswischen des verhältnismäßig langen Fadens erfolgte. In
der abschließenden Augenuntersuchung konnten keine Schäden durch das Greifen
der Lider bzw. Läsionen an der Hornhaut durch den Faden selbst nachgewiesen
werden.
Bei diesem Test konnte ein Unterschied zwischen männlichen und weiblichen Tieren
festgestellt werden (p=0,007). Das Körpergewicht hatte keinen Einfluss auf die
gemessene Tränenmenge (p= 0,185), gleiches gilt für das Alter (p=0,657).
4.6.2 Endodontic Absorbent Paper Points
Dieser Test konnte bei allen Probanden- auch bei kleinen Tieren (Zwergbartagamen,
Jungtieren)- durchgeführt werden, außer bei dem o.g. Tier mit einseitigem
Lidrandverlust, da das Lid hier nicht richtig zu fassen war. Die befeuchtete Strecke
ließ sich mühelos ablesen, wenn man den Test direkt nach der Testdurchführung auf
die planare Fläche eines Lineals drückte. Der Papierstreifen erlangte jedoch relativ
schnell nach Entnahme aus dem Bindehautsack wieder seine ursprüngliche Rigidität,
so dass für ein eindeutiges Testergebnis ein zügiges Andrücken erfolgen musste.
Rechtes und linkes Auge unterschieden sich bei diesem Test nicht (p= 0,968) und es
konnte ebenfalls kein Artunterschied festgestellt werden (p= 0,679). Auch hier
erfolgte die Auswahl der Augen für die deskriptive Statistik nach einem
Zufallsverfahren. Die Ergebnisse des EAPP- Tests sind in Tab. 10 dargestellt.
Die richtige Platzierung im lateralen Drittel des Bindehautsackes war deutlich
einfacher und zügiger möglich als beim Phenolrot- Test. Da der Test bis auf den
Boden des Bindehautsackes geschoben und das Unterlid weit aufgehalten wurde,
fand in der Regel keine Berührung der Hornhaut und daraus resultierende Irritation
statt. Der Streifen verlor beim ersten Kontakt mit dem Tränensee seine Eigenrigidität,
so dass keine Reizung der Hornhaut durch Berührung stattfand. Extensives Blinzeln
wurde während der Messzeit nicht beobachtet.
Problematisch gestaltete sich allerdings das Verbleiben des Streifens an der
ursprünglichen Stelle während der Messzeit (1 Min.). Obwohl der Großteil der Tiere
die Lider während des Tests geschlossen hielt, kippte der Test in vielen Fällen nach
nasal weg (s. Abb. 21) und musste vorsichtig mittels Pinzette korrigiert werden. Bei
10 Tieren (16,94%) war keine Korrektur möglich (starke Abwehrversuche, Irritation)
bzw. verkippte der Test so stark, dass eine Wiederholung notwendig war.
70
Ergebnisse
Das Geschlecht hatte beim EAPP Test keinen Einfluss auf das Testergebnis (p=
0,119). Auch gab es keinen eindeutigen Zusammenhang zwischen Tränenwert und
Körpergewicht (r= -0,103, p= 0,431). Das Alter hatte ebenfalls keinen relevanten
Einfluss auf die gemessene Tränenmenge (r= -0,032, p= 0,837).
Abb. 21: Nach nasal verkippter EAPP- Test (der Testsstreifen befindet sich
nicht mehr im temporalen Drittel der Lidspalte)
4.63 Güte der Tests zur Messung der Tränenproduktion
Ein direkter Vergleich beider Messverfahren im Sinne einer Wertung der Verfahren
(Messgenauigkeit) war nicht möglich.
Jeder Test wurde aber auf seine Variabilität (Schwankungsbreite) untersucht. Hierfür
wurde die Streuung der jeweiligen Messwerte verglichen, indem pro Test die
durchschnittliche Abweichung dieser vom Median herangezogen wurde (gepaarter tTest). Die relative Abweichung der einzelnen Werte bezogen auf den Median
unterschied sich hierbei signifikant (p= 0,02).
Während beim PRT die durchschnittliche Abweichung im Verhältnis zum Mittelwert
bei 27% lag, wichen die Werte beim EAPP in Beziehung zum Mittelwert
durchschnittlich nur um 19,5% ab.
71
Ergebnisse
4.6.4 Ergänzende Parameter
4.6.4.1 Blinzelfrequenz
Bei allen Probanden konnte die Blinzelfrequenz ohne Fixierung ausgezählt werden.
Über den gewählten Zeitraum von fünf Minuten war die mittlere Blinzelfrequenz
3,41(±2,34) und reichte von 0- 13. Es konnte kein Geschlechtsunterschied
festgestellt werden (p= 0,655).
Die Blinzelfrequenz korrelierte bei beiden Tests nicht mit der gemessenen
Tränenmenge (PRT p= 0,758; EAPP p= 0,810).
4.6.4.2 Lidspaltenlänge
Die Lidspaltenlänge konnte bei 59 Probanden unter Fixation ausgemessen werden.
Das Tier mit einseitigem partiellen Lidrandverlust (s. Abb. 16) wurde
ausgeschlossen. Die Lidspaltenlänge reichte von 1,99 bis 8,88 mm mit einer
mittleren Länge von 5,74 (±1,28).
Die Lidspaltenlänge beeinflusste das Testergebnis des EAPP Tests nicht (p=
0,6903), während beim Phenolrot- Test ein schwacher bis mäßig positiver
Zusammenhang zwischen Lidspaltenlänge und gemessenem Tränenwert
nachgewiesen werden konnte (r= 0,323, p= 0,014).
4.7 Kalibrierung des TonoVet®
Die Manometrie konnte bei allen 21 Augen durchgeführt werden, ohne dass
makroskopisch Leckagen beobachtet werden konnten. Erst ab dem Druckbereich
von > 60 mmHg wurden regelmäßig Leckagen durch das Manometer (Druckabfall)
bzw. das offene System (Tröpfeln in der Tropfkammer) angezeigt. Die regelmäßige
Überprüfung der Augen mittels Spaltlampe ergab keine signifikanten postmortalen
Veränderungen über die Dauer der Manometrie (ca. ¾ Stunde).
Über den gesamte Druckbereich (5- 60 mmHg) unterschieden sich die Messwerte
des Tonometers signifikant von denen des Manometers (p<0001), wobei das
Tonometer durchgehend niedrigere Werte als den manometrisch vorgegebenen
Druck anzeigte (s. Tab. 11).
In der graphischen Darstellung der manometrisch und tonometrisch gemessenen
Werte im Streudiagramm (Scatterplot) wird deutlich, dass das Tonometer den
manometrisch vorgegebenen Druck kontinuierlich unterschätzte. Hier wurden die
Messwerte der beiden Verfahren gegeneinander aufgetragen, wobei jedes Wertepaar einen Punkt im Koordinatensystem darstellt (Abb. 22).
72
Ergebnisse
Abb. 22:
Vergleich der
Messwerte im Streudiagramm (n=11
Augen).
Bei
einem
linearen
Zusammenhang der beiden Messverfahren würden sich die Punktewolken um die Regressionsgerade (Linie mittig) konzentrieren.
In Tab. 11 sind die Ergebnisse (durchschnittlich angezeigte Druckwerte durch
Manometer bzw. Tonometer) der beiden Messverfahren pro Druckstufe einander
gegenübergestellt.
Messstufe
Tab. 11: Gegenüberstellung beider Messverfahren pro Druckstufe (n= 11 Augen)
1
2
Manometer1
TonoVet®2 (±SD)
Range (Min- Max)
TonoVet®
5 mmHg
3,00 (0, 2582) mmHg
2,3 – 3,3 mmHg
10 mmHg
4,81 (0, 4311) mmHg
4,0 – 5,3 mmHg
15 mmHg
5,84 (1,241) mmHg
4,0 – 7,7 mmHg
20 mmHg
8,90 (0,6846) mmHg
8,0 – 10,0 mmHg
25 mmHg
10,39 (1,245) mmHg
8,3 – 11,7 mmHg
30 mmHg
12,48 (0,765) mmHg
11,7 – 13,7 mmHg
35 mmHg
14,66 (1,299) mmHg
13,0 – 16,7 mmHg
40 mmHg
16,30 (1,545) mmHg
14,0 – 19,3 mmHg
45 mmHg
18,21 (1,293) mmHg
16,7 – 20,3 mmHg
50 mmHg
19,45 (1,558) mmHg
17,7 – 20,7 mmHg
55 mmHg
21,00 (1,558) mmHg
18,7 – 25,0 mmHg
60 mmHg
23,06 (1,848) mmHg
20,7 – 27,0 mmHg
Messstufen, durch Manometer mit einer Genauigkeit von ±0,3 mmHg vorgegeben
Mittelwerte (±SD) pro Druckstufe gemessen durch den TonoVet®
73
Ergebnisse
Anhand der Range beim TonoVet® wird deutlich, dass die Spannweite der
tonometrisch gemessenen Druckwerte mit wachsendem manometrisch eingestelltem
Druck zunahm, was auf eine unterschiedliche Druckverteilung in den verschiedenen
Augen hindeutet.
Zudem stieg die Diskrepanz zwischen den beiden Verfahren je höher der
manometrisch eingestellte Druck wurde. In Tab. 12 wird die steigende Diskrepanz
zwischen Manometer und Tonometer anhand der Druckdifferenzen ersichtlich.
Tab. 12: Übereinstimmung (Korrelationsanalyse) der beiden Messverfahren pro
Druckstufe (n= 11 Augen)
Messstufe1
Korrelationskoeffizient (r)2
Differenz zwischen den Verfahren3
5 mmHg
0,66
2,00 mmHg
10 mmHg
0,63
5,33 mmHg
15 mmHg
0,14
8,96 mmHg
20 mmHg
- 0,23
11,30 mmHg
25 mmHg
- 0,26
14,33 mmHg
30 mmHg
- 0,14
17,66 mmHg
35 mmHg
- 0,09
20,33 mmHg
40 mmHg
- 0,13
23,86 mmHg
45 mmHg
- 0,12
26,66 mmHg
50 mmHg
55 mmHg
- 0,12
- 0,09
30,43 mmHg
52,00 mmHg
60 mmHg
0,02
37,00 mmHg
1
jeweils durch das Manometer vorgegeben
Nur die Korrelationskoeffizienten auf den Druckstufen 5 und 10 mmHg zeigen einen
schwachen linearen Zusammenhang (r > 0,5)
3
mediane Differenz zwischen den beiden Verfahren pro Messstufe
2
Es konnte nur auf den ersten beiden Druckstufen ein (schwacher) linearer
Zusammenhang zwischen den beiden Verfahren nachgewiesen werden (r< 0,66, p<
0,039). An den wechselnden Vorzeichen der Korrelationskoeffizienten wird
ersichtlich, dass der Zusammenhang zwischen den beiden Messverfahren keiner
linearen Beziehung folgt. Somit war es aufgrund der fehlenden durchgängigen
linearen Übereinstimmung der beiden Verfahren nicht möglich, eine Regressionsformel zur korrekten Umrechnung der IOD- Werte zu erstellen.
74
Diskussion
5. Diskussion
In der vorliegenden Arbeit wurden zwei Messgeräte für den Einsatz zur Augeninnendruckmessung bei Pogona spp. evaluiert. Hierfür wurden sowohl klinische
Messungen als auch post mortem Messungen zur Kalibrierung durchgeführt. Die
Tonometrie stellt einen wichtigen Bestandteil der Augenuntersuchung dar, da dieses
Diagnostikum u.a. Hinweise auf ein Glaukom oder eine Uveitis liefern kann
(KNIESTEDT et al., 2008; REUTER et al., 2011). In der tierärztlichen Praxis werden
heute vor allem das Applanationstonometer (z.B. TonoPen®) und neuere
Reboundtonometer (z.B. TonoVet®/ TonoLab®) eingesetzt. Die bisherigen
Tonometriestudien bei Reptilien wurden meist mit dem TonoPen® durchgeführt
(CHITTICK und HARMS, 2001; SELMI et al., 2002, 2003; WHITTAKER et al., 1995),
da dieses Messgerät das am häufigsten verfügbare Tonometer in der Praxis darstellt.
Aus diesem Grund wurde es auch für die vorliegende Studie ausgewählt. Das
TonoVet® stellte eine gute Alternative zum TonoPen® dar, da der Messvorgang
schnell und einfach durchführbar und hier kein Lokalanästhetikum erforderlich ist
(GOLDBLUM et al., 2002; GÖRIG et al., 2006; KNIESTEDT et al., 2008). Nicht
zuletzt scheint dieses Messgerät aufgrund der geringen Größe der Probenspitze vor
allem für kleine Tierarten gut geeignet zu sein (BLACKWOOD et al., 2010; LABELLE
et al., 2012; PRASHAR et al., 2007).
In der vorliegenden Arbeit wurden Mehrfachmessungen an klinisch gesunden
Bartagamen durchgeführt, um Referenzbereiche für diese Tierart mit einem
bestimmten Tonometer aufzustellen. Dabei wurden Einflussgrößen wie Alter,
Geschlecht und Gewicht berücksichtigt und zusätzlich in einem separaten Versuch
der Effekt eines Temperaturabfalls auf den IOD der wechselwarmen Echsen
untersucht. Da der Einsatz von Lokalanästhetikum bei unkooperativen Patienten u.U.
hilfreich sein kann, wurde außerdem eine weitere Messung unter Lokalanästhetikum
durchgeführt und hier ebenfalls die Beeinflussung der Messwerte, aber auch des
Toleranzverhaltens untersucht. Letztendlich wurden aus den Mehrfachmessungen
potentielle tageszeitliche Schwankungen berechnet.
Da im Rahmen der Augenuntersuchung in der Regel auch die Tränenproduktion
gemessen wird, hierfür aber für diese Spezies keine Normwerte vorhanden waren,
wurden zusätzlich zwei verschiedene Tests zur Messung der Tränenproduktion
evaluiert und auch hier potentielle Einflussfaktoren untersucht sowie Referenzbereiche festgelegt.
5.1.Klinische Allgemeingesundheit, Labor- und Röntgenuntersuchungen
Alle in die Studie inkludierten Tiere wurden basierend auf den o.g. Untersuchungen
als klinisch gesund eingestuft. Tiere mit schweren röntgenologischen Befunden wie
z.B. Tumorverdacht oder einer akuten metabolischen Osteodystrophie wurden aus
75
Diskussion
der Studie ausgeschlossen, um Verfälschungen der Messwerte, z.B. eine
Kompression der Bulbushüllen (BLACKWOOD et al., 2010) durch eine verformte
Orbita, auszuschließen. Alle Tiere wurden in ihrer Aktivitätsphase vorgestellt, um
Messwertbeeinflussungen durch einen herunterregulierten Stoffwechsel bzw. Abfall
der Körpertemperatur während der Hibernationsphase oder in Vorbereitung auf diese
zu vermeiden.
In der Blutuntersuchung fanden sich lediglich bei einem kleinen Teil der Probanden
Abweichungen, die aufgrund des unauffälligen Allgemeinbefindens nicht als klinisch
relevant befunden wurden. Ein Großteil dieser Abweichungen (Hypocalcämie,
verschobenes Ca- P Verhältnis, Hypercholesterinämie) wurde, auch weil diese nur
ggr bis mgr. ausgeprägt waren, als fütterungsbedingt eingestuft. Lediglich bei zwei
Tieren konnte eine moderat erhöhte GLDH festgestellt werden. Diese Probanden
zeigten allerdings keinerlei klinische Symptome. Eine stark erhöhte GLDH deutet
allgemein auf eine akut auftretende Leberstauung und folglich hypoxämische
Leberzellschädigung hin. Oft ist begleitend auch die AST erhöht, da auch dieses
Enzym bei einer Schädigung der Hepatozyten in das Blut austritt (BALDUS, 2009).
Eine AST- Erhöhung war in beiden Fällen nicht nachweisbar und eine ursächliche
Intoxikation oder ein Trauma konnten vorberichtlich ausgeschlossen werden.
Allgemein sind Referenzwerte bei Reptilien kritisch zu interpretieren, da die Blutwerte
je nach Fütterung, Saison, Blutentnahmetechnik oder auch Analysemethodik
variieren können (BALDUS, 2009).
Bei einigen Tieren (n=11, 18,33%) wurde der Ernährungszustand als gut bis sehr gut
eingestuft. Diese Tiere zeigten alle ein unauffälliges Allgemeinbefinden und keine
signifikanten Abweichungen der Laborwerte. Adipositas ist ein häufiger Befund bei
Tieren aus Terrarienhaltung, da oftmals ein Überangebot an Futter verbunden mit zu
kleinen Terrarien zu einem Bewegungsmangel führt (BALDUS, 2009). Bei insgesamt
15 % der Tiere waren palpatorisch oder röntgenologisch Eier bzw. Follikel
nachweisbar, diese Befunde führten allerdings nicht zum Ausschluss aus der Studie,
da diese Tiere sich nicht in der akuten Legephase befanden. OFRI et al. (1999)
zeigten bei Löwen allerdings, dass der Augeninnendruck sowohl von Übergewicht als
auch vom Reproduktionsstatus beeinflusst werden kann, so dass solche Befunde bei
Interpretation von IOD- Werten in praxi nicht völlig außer Acht gelassen werden
sollten.
Fünf Bartagamen waren Farbzuchten, die sich in der Morphologie ihrer Augen von
den übrigen Probanden unterschieden (s. Abb. 17). Hier war die Iris deutlich dunkler
und die Lider waren nicht bestachelt. Grundsätzlich beeinflusst diese anatomische
Besonderheit den Augeninnendruck nicht, sollte aber im Rahmen der
Augenuntersuchung bedacht werden, da die Irisfarbe bzw. die Dichte ihrer
Farbpigmente den Lichteinfall durch die Pupille mitbestimmt (FREWEIN und
SINOWATZ, 2004) und die Iris zudem je nach eingelagerten Stoffen (v.a. Melanin)
76
Diskussion
auch mehr oder weniger stark reflektiert (OEHME, 1969). Nicht zuletzt sollte der
Untersucher deshalb stets mit der (variierenden) Morphologie der Iris vertraut sein,
um Fehldiagnosen (z.B. Uveitis) zu vermeiden (BRETZINGER, 1998).
13 Bartagamen (21,66%) zeigten einen Verlust des caudalen Schwanzendes in
unterschiedlicher Ausprägung, während sechs Tiere eine Achsenabweichung
(10,00%) des Schwanzes aufwiesen. Ein Tier hatte außerdem eine vermutlich
angeborene Schwanzanomalie (Weichteileinschnürung, partielle Fusionierung der
Schwanzwirbel). Ein partieller Schwanzverlust wird bei Echsen in menschlicher
Obhut häufiger beobachtet, da ungünstige Gruppenkonstellationen bzw. fehlende
Rückzugsmöglichkeiten Kannibalismus begünstigen. Achsenabweichungen des
Schwanzes sind häufig Folgen einer mangelhaften Kalzifizierung bzw. einer
vorhergegangenen metabolischen Osteodystrophie (RAITI, 2012; STAHL, 2003).
Auch diese Befunde beeinträchtigten das Allgemeinbefinden nicht, mussten aber bei
der Berechnung der Einflussparameter einkalkuliert werden bzw. führten in einem
Fall zum Ausschluss von der Blutentnahme.
Knöcherne Skleralringe konnten auf allen Schädelaufnahmen dargestellt werden.
Optimale Resultate wurden jedoch in den um 45° nach lateral verkippten Aufnahmen
mit latero- lateralem Strahlengang erzielt. Röntgenologisch zeichneten sich diese in
Form einer hyperdensen Struktur ab, bei welcher man die Kontinuität des
Skleralringes, aber nicht seine einzelnen, überlappenden Knochenplatten
nachvollziehen konnte. Dieses Ergebnis deckt sich mit Untersuchungen zur
Augenanatomie bei Lederschildkröten, bei welchen die einzelnen Knochenplatten
des Skleralringes ebenfalls nicht separat darstellbar waren (BRUDENALL et al.,
2008). Eine detaillierte Schädelaufnahme kann nach einem Trauma zum Nachweis
von Schäden an der Orbita oder den angrenzenden Knochen erste Hinweise liefern.
So konnten LINDLEY et al. (1988) bei einem Rotschwanzbussard in der rostrocaudalen Schädelröntgenaufnahme eine Fraktur des Skleralringes nachweisen. Zur
detaillierten Darstellung der knöchernen Strukturen des Schädels bzw. der
Skleralringe im Falle eines Traumas scheint allerdings das CT am besten geeignet
(GUMPENBERGER und KOLM, 2006).
5.2 Augenuntersuchung
Alle in die Studie inkludierten Tiere waren vorberichtlich frei von okulären Befunden.
Auch bei allen Tieren, die nicht aus privater Hand, sondern aus Auffangstationen
oder öffentlichen Einrichtungen stammten, waren sowohl das Sehvermögen als auch
die Augen vorberichtlich unauffällig. Augenerkrankungen bei Reptilien sind ein relativ
häufiger Vorstellungsgrund in der Praxis. RIVAL (2013) spricht von einer Inzidenz der
okulären Erkrankungen bei Reptilien von ca. 14,3%. Einen ähnlichen Anteil an
Patienten mit Augenerkrankungen gibt HAUSMANN (2012) bei Schlangen an: hier
77
Diskussion
wiesen 67 von 508 vorgestellten Tiere okuläre Veränderungen auf. Im Rahmen der
vorliegenden Studie wurde lediglich ein Tier vorgestellt, welches eine für die
Tonometrie relevante Augenveränderung aufwies, die als signifikant eingestuft wurde
und somit zum Ausschluss aus der Studie führte (s. Abb. 23). Dieses Tier zeigte eine
Zubildung der Iris (Iriszyste), welche in der vorderen Augenkammer frei beweglich
war und somit durch Verlegung des Kammerwasserabflusses zu einem
Sekundärglaukom hätte führen können (KUCHENBECKER et al., 2000).
Differentialdiagnostisch konnte ein Tumor ausgehend von der Iris oder dem
Ziliarkörper ausgeschlossen werden, da die pigmentierte Masse zum einen keine
Verbindung zu diesen Strukturen hatte und zum anderen seit dem ersten Auftreten
laut Besitzer nicht gewachsen war. Bei diesem Tier wurde unabhängig von der
Studie der IOD überprüft, um ein akutes Winkelblockglaukom auszuschließen (Werte
waren im Normbereich). Grundsätzlich sollten solche Patienten hinsichtlich einer
plötzlich auftretenden Hypertension intensiv vom Besitzer beobachtet werden.
Alle letztendlich in die Studie eingegangenen Probanden wiesen lediglich
Veränderungen der Lider auf (vgl. Abb. 15 und 16), welche weder den intraokulären
Druck noch die Tränenproduktion beeinflussten. Da Augenerkrankungen bei
Reptilien häufig mit Allgemeinerkrankungen einhergehen (MILLICHAMP et al., 1983),
für diese Studie aber gezielt nach klinisch gesunden Probanden gesucht wurde, ist
die hier verhältnismäßig niedrige Inzidenz von Augenveränderungen nicht
unerwartet.
Abb. 23: Linksseitige, frei bewegliche Iriszyste bei Pog. vitticeps (adult,
genaues Alter unbekannt, männlich)
Zyste sichtbar als dunkles Pigment ventral der Pupille. Dieses Tier zeigte
gleichzeitig beidseits ein hängendes Unterlid bzw. ein Makroblepharon (Teile der
Sklera sind ventral sichtbar).
78
Diskussion
Die Beurteilung des hinteren Augensegments war in dieser Studie nicht möglich, da
zum einen die Pupille im Vergleich zum Augenhintergrund bei Bartagamen sehr klein
ist (DARROW et al., 2013) und bei Reptilien außerdem herkömmliche topische
Mydriatika aufgrund der quergestreiften Irismuskulatur keine Wirkung zeigen
(MADER, 2012; WILLIAMS, 2012). Für eine effektive Mydriasis bei Reptilien muss
bisher entweder ein Curarederivat direkt in die vordere Augenkammer appliziert oder
eine Allgemeinnarkose durchgeführt werden (MAGGS et al., 2008; MILLICHAMP et
al., 1983). Da bei einer intrakameralen Injektion von Mydriatika ein großes
Verletzungsrisiko besteht, und hier außerdem bereits bei topischer Anwendung
systemische Nebenwirkungen beschrieben wurden (BARSOTTI et al., 2012), wurde
keine Parazentese der vorderen Augenkammer durchgeführt. Auf eine
Allgemeinnarkose wurde aufgrund des Narkoserisikos sowie zur Stressminimierung
verzichtet. Nicht zuletzt
sollte auch eine potentielle Beeinflussung des
Augeninnendrucks durch eine Muskelrelaxation (GHAFFARI et al., 2012a; OFRI,
2002) und damit eine Verfälschung der folgenden Messwerte vermieden werden.
Das hängende Unterlid bei einem Großteil der Tiere (n= 26, 43, 3%, s. Abb. 15)
wurde nicht als Ektropium eingestuft, da keine gleichzeitige Drehung des Lides
vorhanden und deshalb auch keine Reizung der Hornhaut durch eingerollte Stacheln
oder Schuppen ersichtlich war. Ein Makroblepharon, sprich eine vergrößerte
Lidspalte wie bei bestimmten Hunderassen beschrieben (WALDE und NELL, 2006),
findet sich in der Literatur beim Reptil nicht. Bei Amphibien existiert allerdings ein
Ochsenfrosch (Leptodactylus pentadactylus), dessen ursprünglicher Name (L.
macroblepharus) auf eine physiologisch verbreiterte Lidspalte hindeutet (DE
MIRANDA-RIBEIRO, 1926). Es ist deshalb nicht auszuschließen, dass (ältere)
Bartagamen eine Disposition zu einer vergrößerten Lidspalte haben und dies ein
häufigerer Befund in der Augenuntersuchug sein kann.
Die Ergebnisse der einzelnen Tests im Rahmen der Augenuntersuchung waren sehr
ambivalent (s. Tab. 8). Es ist bekannt, dass Reptilien häufig keine oder nur schwer
interpretierbare Antworten bei der Überprüfung der Reflexe zeigen (KERN und
COLITZ, 2013; LAWTON, 2006; MILLICHAMP et al., 1983). Gerade die
Aussagekraft des Pupillarreflexes wird sehr kontrovers diskutiert. FRANKENBERG
(1979) betont, dass verschiedene Echsen die Pupillenweite auch zur Kommunikation
(Beschwichtigung, Aufmerksamkeit, Aufregung etc.) einsetzen und diese somit
willentlich steuern können. DEARWORTH (2010) dagegen wies bei allen
Wasserschildkröten in einer Studie sowohl einen (langsamen) direkten als auch
einen schwachen nicht- konsensuellen Pupillarreflex nach. Aber auch hier fielen die
Reflexantworten unterschiedlich intensiv aus.
Die in dieser Studie variierenden Antworten auf rasche Annäherung, taktile Reize
sowie die Reaktionen im Fütterungsversuch müssen hinsichtlich des stoischen
Verhaltens vieler Reptilien ebenfalls vorsichtig interpretiert werden. Gerade unter
79
Diskussion
„Beobachtung“ oder in fremder Umgebung zeigen Reptilien ggf. keine
physiologischen Reaktionen bzw. Verhaltensweisen. Deshalb sollte die Beurteilung
des Sehvermögens bei Reptilien vor allem auf der Anamnese, der Beobachtung bei
Fortbewegung und Interaktion mit Partnertieren und ergänzend auf der
morphologischen Untersuchung der Augen (v.a. jegliche Trübungen) basieren
(CHITTY und RAFTERY, 2013). Die Interaktion mit Futtertieren kann zu Hause in
Ruhe durch den Besitzer beobachtet und ggf. Verhaltensänderungen (verzögertes
Schlagen, Danebenbeißen, Inkoordination etc.) mitgeteilt werden.
Die Iris der Probanden dieser Studie zeigte eine relativ große Bandbreite an
verschiedenen Farben. GLAW und VENCES (1997) betonen, dass eine Beurteilung
bzw. ein Vergleich der Iris nur zwischen Individuen möglich ist, die bei Untersuchung
exakt die gleiche Pupillenweite zeigen, da diese die vollständige Sichtbarkeit der
Irispigmente bedingt. In dieser Studie zeigte keiner der Probanden eine reflektorische
oder schreckassoziierte Mydriasis wie beim Vogel beschrieben (BOHNET, 2007),
d.h. es ist davon auszugehen, dass alle Probanden annähernd die gleiche
Pupillenweite während der Augenuntersuchung aufwiesen. Der bei einigen
Schildkrötenarten beobachtete Geschlechtsdimorphismus der Iris (DUKE-ELDER,
1958; GRANDA und STIRLING, 1965) konnte in dieser Studie bei Bartagamen nicht
festgestellt werden (Vgl. Abb. 24).
Abb. 24:
Deutlich unterschiedliche
Irisfarbe bei zwei weiblichen
Tieren
(oben: hellgrau, unten hellbraunbeige, jeweils mit den typischen
roten Nuancen). Die hellbraunbeige Farbvariante war vorrangig
bei den Probanden (sowohl
männlich als auch weiblich)
vorhanden.
80
Diskussion
5.3 Messungen mit dem Tonovet®
In der vorliegenden Studie wurde erstmals der Einsatz zweier Messgeräte bei
Bartagamen getestet. Die Messung mit dem TonoVet® war bei allen Echsen
problemlos möglich, die Tiere mussten für die Messungen nicht fixiert werden. Ein
Lidschluss wurde zwischen den einzelnen Berührungen der Hornhaut kaum
beobachtet. Damit bietet das TonoVet® bereits einen großen Vorteil gegenüber
Messgeräten, bei welchen eine Fixierung des Patienten erforderlich ist, weil so ein
Anstieg des IOD durch Kompression der Jugularvene oder durch eine Änderung der
Körperposition vermieden wird (DI GIROLAMO et al., 2013; KOMÁROMY et al.,
2006). Bei Wasserschildkröten führte die Fixation des Kopfes bei der
Reboundtonometrie zu einer Druckerhöhung (DELGADO, 2013). Der TonoVet® hat
sich außerdem bei vielen Wildtieren bewährt, da sich der Augeninnendruck schnell
und damit relativ stressfrei messen lässt und deshalb in der Regel gut toleriert wird
(BLACKWOOD et al., 2010; JEONG et al., 2007; LABELLE et al., 2012b). Gerade
bei stressanfälligen Tieren ist eine starke Fixation bzw. eine lange Messdauer bei
jeglicher Diagnostik zu vermeiden (DINSLAGE et al., 1998). PRASHAR et al. (2007)
konnten einen signifikant höheren IOD bei Hühnern während der initialen Messung
nachweisen und vermuteten hier eine Assoziation mit Stress. In einer Studie mit
Kaninchen zeigten diese nach Immobilisation einen signifikant höheren IOD, wobei
gleichzeitig eine Erhöhung von Kortison, Adrenalin und Noradrenalin nachweisbar
war (MIYAZAKI et al., 2000).
Bei Skinken dagegen konnte gezeigt werden, dass normales Handling, Ausmessen
der Körperlänge und sogar das Abkneifen einer Kralle zur Blutgewinnung keinen
signifikanten Anstieg des Stresshormons Kortison zur Folge hatte (LANGKILDE und
SHINE, 2006). Grundsätzlich ist das Stresslevel jedes einzelnen Tieres schwer zu
bestimmen, weil es zwischen verschiedenen Spezies, aber auch zwischen Individuen
einer Spezies variieren kann (LANGKILDE und SHINE, 2006; MIYAZAKI et al.,
2000). In der vorliegenden Studie wurden überwiegend Tiere verwendet, die
regelmäßiges Handling durch deren Besitzer, Kinder (öffentliche Einrichtungen) und
auch durch den Tierarzt gewohnt waren, und während des Messvorgangs wurde
keiner der Probanden direkt fixiert. Deshalb scheint eine signifikante Stressbelastung
und damit Beeinflussung der Messwerte unwahrscheinlich.
Bei einigen Probanden konnte ein Rückprall des Kopfes nach Touchierung der
Hornhaut beobachtet werden. Da in der Folge keine Ausbruchs- oder
Abwehrversuche gemacht wurden und kein Blepharospasmus sichtbar war, wurde
diese Beobachtung zunächst als „mechanische“ Reaktion des Kopfes auf die
Krafteinwirkung durch das Messgerät eingestuft. Ähnliche Beobachtungen machten
LABELLE et al (2012) in einer Studie mit Wasserschildkröten, in welcher die Tiere
mit entgegengesetzten Kopfbewegungen auf den Messvorgang reagierten. In einer
anderen Studie wurde bei Wasserschildkröten das neuere Reboundtonometer
81
Diskussion
TonoLab® deutlich besser von unfixierten, wachen Tieren toleriert als der TonoVet®.
Die Autoren führten dies auf die extrem geringe Größe der Probenspitze (1- 2 mm)
zurück (DELGADO et al., 2013). Bei Ziervögeln mit einem Hornhautdurchmesser < 9
mm erbrachte das TonoLab® im Vergleich zum TonoVet® und zum TonoPen® als
einziges Messgerät valide Ergebnisse (TANDLER, 2013). Dieses Messgerät war für
die vorliegende Studie nicht verfügbar, ist für kleine Reptilienaugen aber möglicherweise noch besser geeignet, da die Auftrefffläche auf der Hornhaut nur minimal ist.
5.4 Messungen mit dem TonoPen®
Augeninnendruckmessung bei Reptilien wurde bisher hauptsächlich mit
Applanationstonometern durchgeführt (CHITTICK und HARMS, 2001; SELMI et al.,
2002, 2003; WHITTAKER et al., 1995), deshalb schien der Einsatz des TonoPen® in
dieser Studie für den Vergleich mit bisherigen Messwerten sinnvoll. Zudem misst der
TonoPen® weitgehend lageunabhängig (DE MORAES et al., 2008), das heißt der
IOD kann auch unter starker Fixation bzw. in jeglicher Körperposition gemessen
werden, was besonders bei unkooperativen Tieren von Vorteil sein kann.
In der eigenen Studie war es nicht möglich, bei Bartagamen genügend gültige
Messungen mit dem TonoPen® zu erzielen. Um ein valides Messergebnis zu
ermitteln, muss innerhalb von 15 Sekunden nach Anzeige des Startsignals ein
korrekter Applanationsvorgang erfolgt sein, sonst schaltet sich das Gerät
automatisch ab. Es sind jedoch unter Umständen mehrere Hornhautberührungen
notwendig, bis die Hornhaut gleichmäßig und vollständig applaniert ist. Trotz starker
Fixation und der vom Hersteller empfohlenen Applikation eines Lokalanästhetikums
wurden keine mehrfachen Hornhautberührungen toleriert und somit war keine
adäquate Platzierung des Messkopfes auf der Hornhaut möglich. Bei
Meerschweinchen konnte mittels Ästhesiometrie gezeigt werden, dass die Hornhaut
zentral am sensibelsten ist (TROST et al., 2007). Die einzige bisher bei Reptilien
durchgeführte Studie zur Hornhautsensibilität wurde an Wasserschildkröten
durchgeführt und ergab ebenfalls eine vergleichsweise hohe Empfindlichkeit der
zentralen Hornhaut. Diese diskutierten die Autoren als möglichen Mechanismus zum
Schutz vor Feinden (LABELLE et al., 2012). Auch wenn diesbezüglich keine
Untersuchungen bei Bartagamen vorliegen, kann nicht ausgeschlossen werden,
dass im vorliegenden Fall eine erhöhte Empfindlichkeit im Applanationsbereich zu
der schlechten Toleranz beigetragen hat.
Sicherlich muss auch der relativ kleine Hornhautdurchmesser als ungünstig gewertet
werden (s. Abb. 18). Bei Wasserschildkröten, deren Hornhautdiameter ähnlich klein
dem von Bartagamen ist, waren aufgrund der starken Gegenwehr ebenfalls keine
Messungen mit dem TonoPen® möglich (LABELLE et al., 2012). Bisherige
erfolgreiche Messungen mit dem TonoPen® bei Reptilien wurden an Alligatoren,
82
Diskussion
Kaimanen, unechten Karettschildkröten und an Waldschildkröten durchgeführt
(WHITTAKER et al., 1995; ORIA et al, 2013; CHITTICK und HARMS, 2001; SELMI
et al., 2003), welche deutlich größere Augen und damit Hornhautdiameter aufweisen.
In einer Studie mit dem TonoPen® bei Vögeln kam es bei Hornhautdurchmessern
unter 9 mm durch den relativ großen Messkopf während der Applanation zu einer
Distorsion und auch Eindellung des Bulbus (TANDLER, 2013). Bei Hühnern konnten
teilweise überhaupt keine validen Messergebnisse mit dem TonoPen® erzielt
werden, mit dem TonoVet® hingegen schon (PRASHAR et al., 2007). KORBEL
(1999) gibt an, dass bei kleineren Hornhautdiametern die Hornhautkrümmung steiler
und somit ein akkurater Applanationsvorgang erschwert ist, und dies zu
Messungenauigkeiten führen kann. Der Hornhautdiameter wurde in der vorliegenden
Studie aufgrund des Verletzungsrisikos (Messschieber) nicht erfasst, ist nach
eigenen Beobachtungen an enukleierten Augen aber auf durchschnittlich 3,5 bis 5
mm einzustufen. Damit scheint die Augeninnendruckmessung mit diesem Messgerät
für kleinere Echsen wie Bartagamen und Zwergbartagamen weder praktikabel noch
verlässlich.
5.5. Messsequenzen Tonometrie
Um einen zirkadianen Rhythmus des IOD bei Bartagamen zu untersuchen, wurden
Messungen zu verschiedenen Tageszeiten durchgeführt. Aufgrund des
Klinikablaufes konnten nicht alle Messungen bei allen Probanden exakt zum gleichen
Zeitpunkt stattfinden, bewegten sich aber jeweils in der gleichen Zeitspanne von
max. 2 Stunden. PRASHAR et al. (2007) untersuchten diurnale Schwankungen bei
Hühnern über eine 12 stündige Lichtphase und führten in diesem Zeitraum bis zu
sieben Messungen durch. In der vorliegenden Studie wurde die Anzahl der
Messungen so gering wie möglich gehalten, um potentiellen Stress zu minimieren.
Grundsätzlich sollten bei Tagesverlaufsmessungen die Aktivitätsphasen der
jeweiligen Art berücksichtigt werden. So hatten nachtaktive Katzen ihren IOD- Peak
um Mitternacht (GLENWOOD und MACKAY, 2013) und bei Greifvögeln unterschied
sich der IOD zwischen nacht- und tagaktiven Arten signifikant (STILES et al., 1994).
Da Bartagamen tagaktive Tiere sind (GREEN und LARSON, 2001), und
Nachtmessungen unter strengem, einheitlichem Lichtregime hätten stattfinden
müssen (PEREIRA et al., 2011), haben sich die Messungen in dieser Studie auf das
Aktivitätsmaximum der Probanden tagsüber beschränkt.
5.5.1. Diurnale Messungen
Eine klinische Evaluierung von Tagesschwankungen bzw. von Peaks des IOD kann
nicht nur für den in tierärztlicher Praxis tätigen Kollegen zur Interpretation von
Messwerten bedeutend sein, sondern auch eine Bedeutung als Risikofaktor für
Augenerkrankungen (Glaukom) haben (ASRANI et al., 2000). Bei Reptilien liegen
83
Diskussion
bisher keine Untersuchungen zur tageszeitabhängigen Fluktuation des IOD vor.
Jedoch konnten bei anderen Tierarten wie Katzen, Kaninchen und Mäusen
tageszeitliche Schwankungen des IOD beobachtet werden (MCLELLAN et al., 2013;
PEREIRA et al., 2011; REITSAMER et al., 2004). In der vorliegenden Studie zeigten
sich ebenfalls Unterschiede zwischen den einzelnen Tageszeiten, wobei morgens
die höchsten Augeninnendruckwerte gemessen wurden. Für einen zirkadianen
Rhythmus des IOD werden verschiedene Ursachen diskutiert. Bei Menschen
vermutet man einen Zusammenhang zwischen der von stehend zu liegend
wechselnden Körperposition (LIU et al., 1999). Andere Autoren nahmen bei
Kaninchen eine Assoziation mit Licht und somit einen physiologischen Hell- Dunkel
Rhythmus des Augeninnendrucks an (PEREIRA et al., 2011). In vielen Studien
konnte keine Erklärung für die genauen Mechanismen der IOD- Schwankungen
gefunden werden (SAEKI et al., 2008), ebenso wenig für tageszeitabhängige
Variationen der axialen Bulbuslänge oder der Netzhautdicke (NICKLA et al., 2002).
Bei ektothermen Tieren wie Bartagamen müssen sicherlich auch die zirkadian
wechselnden Temperaturen bei IOD Schwankungen in Betracht gezogen werden
(WHITTAKER et al., 1995). Für alle Probanden dieser Studie wurde unter
standardisierten Bedingungen mittels optimaler Beleuchtung und Beheizung ein TagNacht Rhythmus in den Terrarien simuliert. Dementsprechend waren zum ersten
Messzeitpunkt am Morgen die Terrarien noch nicht vollständig aufgeheizt, viele Tiere
erschienen hier tatsächlich schläfrig und weniger aktiv als mittags oder abends. Die
meisten physiologischen Vorgänge wie z.B. die Wachstumsrate, Fortpflanzungsaktivität oder die Herzfrequenz sind bei Reptilien von der Umgebungstemperatur abhängig (PATTERSON und DAVIES, 1978, ADOLPH und PORTER,
1996; GRIGG et al., 1979; MARVIN, 2003), deshalb ist es möglich, dass auch der
IOD durch Temperaturunterschiede beeinflusst wird. In einer Studie mit Geckos
hatten diese in Inaktivitätsphasen (Temperatursenkung während des Winters) einen
signifikant höheren IOD als in Aktivitätsphasen (DI GIROLAMO et al., 2013). Somit
scheint es möglich, dass der IOD in der vorliegenden Studie durch ein
Zusammenspiel von morgendlich niedrigen Temperaturen bzw. die daraus
resultierende herabgesetzte Aktivität und die Tageszeit beeinflusst wurde.
Letztendlich dürfen die hier festgestellten Unterschiede zwischen morgens, mittags
und abends nicht überinterpretiert werden, da sich die absoluten Werte alle um den
gleichen medianen Messwert (6 mmHg) bewegten. Deshalb und aus Gründen der
Praktikabilität wurde trotz der statistisch auffälligen Unterschiede zwischen morgens,
mittags und abends ein Tagesdurchschnitt und hieraus der Referenzbereich
errechnet. Die festgestellten Unterschiede waren statistisch zwar signifikant,
bewegen sich aber ausschließlich im Nachkommastellenbereich (s. Tab 9), welcher
durch den TonoVet® in praxi gar nicht angezeigt wird. Die in der vorliegenden Studie
festgestellten Tagesschwankungen können deshalb klinisch vernachlässigt werden.
84
Diskussion
Der mediane Tagesdurchschnitt für den IOD bei Bartagamen betrug 6,16 mmHg (CI
95% 5,61 - 6,44). Im Vergleich zu Säugern wie Hund, Katze oder Pferd erscheinen
diese Referenzbereiche vergleichsweise niedrig (KOMÁROMY et al., 2006;
SPIESSEN et al., 2013). Bei anderen Reptilien finden sich in der Literatur allerdings
ähnlich niedrige Messwerte. So war der durchschnittliche IOD bei juvenilen unechten
Karettschildkröten 5 mmHg (Min.- Max. 4-9 mmHg) (CHITTICK and HARMS, 2001),
bei Rotwangenschmuckschildkröten 6,1 mmHg (Min.- Max. 3- 9 mmHg) (LABELLE et
al., 2012) und bei Geckos 6,62 mmHg (Min. –Max. 3-11,5 mmHg) (DI GIROLAMO et
al., 2013). Nur bei Alligatoren war der IOD mit 11, 6 mmHg bis 23, 7 mmHg (CI 95%:
8,5- 15,87 mmHg) in etwa doppelt so hoch (WHITTAKER et al., 1995). Grundsätzlich
ist eine Übertragung von IOD- Werten zwischen unterschiedlichen Spezies aufgrund
der variierenden Hornhauteigenschaften wie der Hornhautrigidität, - krümmung und
besonders der zentralen Hornhautdicke kritisch zu sehen. Gleichzeitig liefern diese
Eigenschaften die Erklärung für abweichende Referenzbereiche zwischen den
Tierarten (BHAN et al., 2002; KOTECHA, 2007; DE MORAES et al., 2008). Zudem
ist ein direkter Vergleich von IOD- Werten auch nicht uneingeschränkt möglich, wenn
die Messungen in den betreffenden Studien unter anderen Bedingungen, z.B. unter
Lokalanästhesie (LABELLE et al., 2012), in anderer Körperposition, oder mit
ausschließlich juvenilen Probanden (CHITTICK und HARMS, 2001) vorgenommen
wurden. Letztendlich kann auch nicht von den in der Literatur vorhandenen
Messwerten auf TonoVet®- Werte geschlossen werden, wenn jene z.B. mit einem
Applanationstonometer gemessen wurden. Bei Kaninchen (PEREIRA et al., 2011),
Uhus (JEONG et al., 2007) oder bei Eulen (HARRIS et al., 2008) unterschieden sich
beispielsweise die Messwerte von TonoVet® und TonoPen® signifikant.
Somit sollten Referenzbereiche stets nur als Orientierung herangezogen werden,
wenn mit dem gleichen Messgerät und optimalerweise auch mit der gleichen
Vorkalibrierung (setting) gemessen wird.
5.5.1. Messungen unter Lokalanästhesie
Im Vergleich zum TonoPen® wird für die Anwendung des TonoVet® keine
routinemäßige Applikation von Lokalanästhetikum empfohlen. Da es bei
unkooperativen oder Tieren mit hypersensibler Hornhaut aber u.U. hilfreich sein
kann, die Tonometrie unter lokaler Betäubung der Hornhaut durchzuführen
(LABELLE et al., 2012), wurde in der vorliegenden Studie bei jedem Probanden eine
zusätzliche Messung unter LA durchgeführt und der Effekt auf die Messwerte
untersucht. Dabei konnte keine Beeinflussung der Messwerte nachgewiesen werden.
Bei Menschen dagegen konnte eine Erniedrigung des IOD durch verschiedene
Lokalanästhetika festgestellt werden (ALMUBRAD und OGBUEHI, 2007). NAM et al.
(2006) fanden heraus, dass sich die Hornhautdicke nach LA- Applikation bei
Menschen vorübergehend änderte, was zu veränderten Bedingungen am Messort
führt. In einer anderen Studie konnte dagegen kein Effekt auf die Hornhautdicke
85
Diskussion
durch 0,5%iges Proparacain festgestellt werden (LAM und CHEN, 2007). Im
klinischen Versuch bei Katzen zeigte sich ebenfalls kein Unterschied zwischen IODWerten gemessen ohne und mit LA (RUSANEN et al., 2010). Bei Reptilien liegen
bisher keine Untersuchungen zu veränderten Hornhauteigenschaften nach LAApplikation vor und auch zur Pharmakokinetik gibt es im zugänglichen Schriftum
keine Angaben. Nach den hier erzielten Ergebnissen ist es wahrscheinlich, dass die
einmalige Applikation von Lokalanästhetikum die Messwerte und somit die
Hornhauteigenschaften bei Bartagamen nicht merklich beeinflusst.
Gleichzeitig tolerierten die Tiere die Messungen unter lokaler Betäubung deutlich
besser. Der in vielen Fällen beobachtete Rückprall des Kopfes nach der Touchierung
der Hornhaut war merklich reduziert und die Tiere blieben ruhiger sitzen. Das deutet
darauf hin, dass der beobachtete Rückprall des Kopfes doch keine rein mechanische
Reaktion auf den Aufprall der Probenspitze war. Beim Säuger ist bekannt, dass vor
allem die oberen Schichten der Hornhaut mit Schmerzrezeptoren ausgestattet sind
und deshalb oberflächliche Verletzungen oder Einwirkungen oftmals als besonders
schmerzhaft empfunden werden (PECHE, 2013). Somit kann resümiert werden
werden, dass in der vorliegenden Studie ein Zusammenspiel von mechanischer
Reaktion und Hornhautsensibilität zu dem beobachteten Nachgeben des Kopfes
geführt hat. Wie bereits erwähnt, könnte in solchen Fällen die Anwendung des
TonoLab®, da dieser eine noch feinere Probenspitze hat, angeraten sein.
Bei einem kleinen Teil der Tiere konnten leichte Nebenwirkungen (Tachypnoe,
Mattheit) nach Applikation des Proparacains beobachtet werden. Grundsätzlich sollte
die topische Anwendung von Medikamenten am Auge bei Reptilien mit Vorsicht
erfolgen, da die Dosierung in Tropfen wie sie für Säugetiere oder für Menschen
üblich ist, an den verhältnismäßig kleinen Augen zu einer veränderten Resorption
und damit zu einem größeren Wirkspiegel führen kann (MILLICHAMP, 1997). Von
4%igem Lidocain ist außerdem bekannt, dass es bei Hunden vorübergehend eine
Reizung der Augen erzeugt und somit durch die Schmerzreaktion und den damit
verbundenen Anstieg des Blutdruckes zu einer IOD- Erhöhung führen kann (GÖRIG
et al., 2006). Obwohl in der vorliegenden Studie nur 0,5%iges Proparacain
verwendet wurde, ist es denkbar, dass einigen Probanden individuell stärker auf das
Lokalanästhetikum reagiert haben. Dass sich solche Irritationen nicht auf die IODWerte ausgewirkt haben, könnte auch auf die 2 minütige Wartezeit zwischen
Applikation und Messung zurückgeführt werden. Bei topischer Applikation potentiell
reizender Medikamente am Auge sollte deshalb sowohl vor Augeninnendruckmessung als auch vor Messung der Tränenproduktion eine Wartezeit
eingeräumt werden, um Messwertverfälschungen zu vermeiden. Bei Hunden blieb
die Hornhaut über mehr als 15 Minuten nach Applikation eines Tropfens 0,5% igem
Proparakains unverändert gut betäubt (HERRING et al., 2005), so dass auch unter
diesem Gesichtspunkt eine Wartezeit unproblematisch scheint.
86
Diskussion
5.5.2. Messungen unter Temperaturabfall
Die natürliche Umgebungstemperatur für Bartagamen liegt nach Angaben von
GREEN und LARSON (2001) um 30°C, ähnliche Temperaturen wurden in der
vorliegenden Studie tagsüber in den Terrarien erreicht. Die Probanden wurden für
die Messungen nur kurz aus ihren Terrarien genommen und für den Messvorgang
unter einen Wärmespot und auf eine Wärmematte gesetzt, um eine starke
Diskrepanz zum Temperaturoptimum zu vermeiden. Dagegen wurde für die
Messungen unterhalb der POTZ eine Umgebungstemperatur von 20°C gewählt, um
einen moderaten, aber nicht gesundheitskritischen Temperaturabfall zu erzielen. Da
bei Reptilien die Körperinnentemperatur von der Körperoberflächentemperatur bzw.
der Umgebungstemperatur abweichen kann (RASKE et al., 2012), wurden sowohl
Klokaltemperatur als auch Körperoberflächentemperatur in den jeweiligen
Messsequenzen (Tagesmessungen innerhalb der POTZ und einzelne Messung
unterhalb der POTZ) erhoben. Um die Verletzungsgefahr durch die Kloakalsonde
sowie Stress zu minimieren, wurde stellvertretend für die drei Tagesmessungen
innerhalb der POTZ nur einmal die Kloakaltemperatur gemessen.
Kloakal ergab sich so ein Temperaturabfall von 5,30 (±2,54)°C und an der
Körperoberfläche von 6,16 (±2,76)°C. Folglich führte die Temperaturabsenkung im
Klimaschrank nach drei Stunden zu einer moderaten Absenkung der
Körpertemperatur. Die relativ große Spannweite der Körper- sowie der
Oberflächentemperatur
kann
vor
allem
durch
das
unterschiedliche
Wärmeregulationsverhalten der Tiere erklärt werden. So wärmten sich z.B. in einer
Studie mit grünen Leguanen je nach Sonnungsverhalten einzelne Körperregionen
mehr oder weniger stark auf (POUGH und MCFARLAND, 1976). In der vorliegenden
Studie hatten somit Probanden, die den Tag hauptsächlich in ihrem Unterschlupf
verbrachten, eine niedrigere Körperkern- und Oberflächentemperatur als Tiere, die
viel unter dem Wärmespot gesessen hatten. Die Terrarieneinrichtung inkl. eines
Versteckes wurde gezielt ausgewählt, um eine artgerechte und damit stressfreie
Haltung der Tier zu gewährleisten. Die Umgebungsbedingungen im Klimaschrank
waren dagegen für alle gleich, da weder ein Unterschlupf noch eine punktuelle
Wärmequelle vorhanden war.
Es erschien sinnvoll, den IOD- Wert unter Kälte mit einem Wert innerhalb der POTZ
(Stichprobe) des jeweiligen Probanden zu vergleichen, der unter maximaler
Aufwärmung des Tieres erhoben wurde. Deshalb wurden der Mittagswert und
zusätzlich auch der Tagesdurchschnitt als Stichprobe verwendet, um den Einfluss
eines Temperaturabfalls am präzisesten untersuchen zu können. Hier konnte ein
signifikant höherer IOD unter Kälteeinfluss nachgewiesen werden. Der
durchschnittliche IOD unter Temperaturabfall unterschied sich aber mit 6, 54 mmHg
(CI 95%: 6,17- 6,67) nicht klinisch relevant vom Tagesdurchschnitt mit 6,16 mmHg
(CI 95%: 5,61 - 6,44). Bei Leopardgeckos allerdings konnte in der Inaktivitätsphase
87
Diskussion
während des Winters ebenfalls ein signifikant höherer (ca. 4 mmHg) IOD gemessen
werden (DI GIROLAMO, et al., 2013), so dass ein physiologisch erhöhter IOD bei
Echsen unter kälteren Temperaturen denkbar ist. Sogar bei Menschen wurde ein
saisonal schwankender IOD unter anderem mit der alternierenden Temperatur erklärt
(KLEIN et al., 2011). Zur Abklärung eines Zusammenhangs zwischen IOD und
Umgebungstemperatur bei Reptilien bedarf es deshalb noch weiteren Studien mit
ausgeprägteren Temperaturgradienten bzw. einem systemischeren Studienansatz
(standardisierte Sonnenplätze, einheitliche Besonnungszeiten, genaue Dokumentation der Aktivitätslevel etc.).
5.5.3 Einflussfaktoren auf den IOD
In mehreren Studien konnten signifikante Unterschiede zwischen den IOD- Werten
verschiedener Vogelarten (KORBEL, 1999) bzw. – familien festgestellt werden
(BAYON et al., 2006; REUTER, 2010). Es wird vermutet, dass alternierende
Hornhauteigenschaften zwischen den Spezies, vor allem die Hornhautdicke, mit dem
Augeninnendruck korrelieren. Mittels Pachymetrie wurde bei Greifvögeln die
Hornhaut vermessen und gleichzeitig der IOD erhoben: Spezies mit dickerer
Hornhaut zeigten hier deutlich höhere Werte (BAYON et al., 2006). In der
vorliegenden Studie unterschied sich der IOD zwischen den beiden Arten ebenfalls
signifikant, auch wenn der absolute Wert (medianer Tagesdurchschnitt) bei den
Zwergbartagamen nur um 1 mmHg höher lag. Für die Interpretation von
Referenzbereichen dürfte dieser Unterschied nicht relevant sein. Da außerdem nur
vier Zwergbartagamen zur Verfügung standen, muss die Aussagekraft dieses
Ergebnisses sehr kritisch betrachtet werden. Trotzdem sollte eine Übertragung von
IOD- Werten zwischen verschiedenen Spezies vermieden werden, da stärker
variierende Bedingungen am Messort nie ausgeschlossen werden können.
Das Geschlecht hatte in den meisten Studien zur Augeninnendruckmessung keinen
Einfluss auf die IOD- Werte (KOMÁROMY et al., 2006; PEREIRA et al., 2011;
REUTER et al., 2011; SELMI et al., 2003; WHITTAKER et al., 1995). Auch bei
Bartagamen konnte in der vorliegenden Studie kein Unterschied zwischen
männlichen und weiblichen Echsen festgestellt werden. Ob verschiedene
Reproduktionsstadien (Follikelanbildung, Eianbildung bzw. kein Hinweis auf
momentane Reproduktionstätigkeit), wie auch in der vorliegenden Studie vorhanden,
mit dem Augeninnendruck korrelieren könnten, müsste in weiteren Untersuchungen
untersucht werden. Bei Säugetieren wie z.B Löwinnen (OFRI et al., 1999) oder
Katzen (OFRI et al., 2002) ist ein Hormoneinfluss beschrieben, jedoch muss ein
direkter Vergleich von Reptilien und Säugetieren auf hormoneller Ebene aufgrund
der stark unterschiedlichen Reproduktionsmechanismen (SHINE, 2005) kritisch
betrachtet werden.
88
Diskussion
Das Körpergewicht korrelierte ebenfalls nicht mit dem IOD, dies deckt sich damit mit
den Angaben anderer Spezies in der Literatur (GHAFFARI et al., 2012b; OFRI et al.,
1998).
Dagegen konnte tageszeitabhängig ein schwach negativer Zusammenhang
zwischen IOD und Alter festgestellt werden (r = - 0,379, p= 0,016). Alterseinflüsse
auf den IOD, beispielsweise eine Abnahme der Eigensteifigkeit der Bulbushüllen mit
zunehmendem Alter (PALLIKARIS et al., 2005) oder eine physiologische
Hypertension bei juvenilen Tieren als Bestandteil der Augenentwicklung (DE
ROUSSEAU und BITO, 1981) sind beschrieben worden. Bei Koi Fischen wiederum
war die zentrale Hornhautdicke positiv mit dem Alter korreliert (LYNCH et al., 2007).
Bei Menschen werden auch indirekte Einflüsse in Betracht gezogen, z.B.
altersbedingte Blutdruckschwankungen (ROCHTCHINA et al., 2002) oder
altersassoziierte Ruhephasen (LIU et al., 1999). Insgesamt ist die Interpretation des
Alterseinflusses in dieser Studie allerdings nur eingeschränkt möglich, da die
Minderheit an juvenilen Tieren (n= 8) die statistischen Ergebnisse verzerrt haben
könnte. Aufgrund der schwachen Korrelation zwischen Alter und IOD dürfte der hier
gefundene Zusammenhang außerdem nicht klinisch relevant sein.
Die Schnauzen- Schwanzlänge als Indikator für das Körperwachstum wurde bei
Alligatoren ebenfalls als Einflussparameter untersucht. Hier zeigte sich eine negative
Korrelation von IOD und S-S bei Tieren über 1,20 m Körperlänge (WHITTAKER et
al., 1995). In der vorliegenden Studie konnte die Körperlänge nicht uneingeschränkt
erhoben und verwendet werden, da über 30% der Tiere einen unvollständigen
Schwanz bzw. eine Achsenabweichung aufwiesen Zudem hängt das
Körperwachstum bei in Gefangenschaft gehaltenen Reptilien weniger vom
biologischen Alter als vom Fütterungs- und Hibernationsmanagement ab (BALDUS,
2009). Auch die Umgebungstemperatur kann das Wachstum beeinflussen (ADOLPH
und PORTER, 1993), welche in der Regel in menschlicher Obhut künstlich gesteuert
wird. Deshalb scheint der natürliche Zusammenhang von Wachstumsrate und IOD
ausgesetzt und sollte als konstanter Einflussparameter bei als Haustier gehaltenen
Reptilien übergangen werden. Alternativ ist u.U. die Rumpflänge heranzuziehen,
wenn ein unvollständiger oder ein Schwanz mit Achsenabweichung vorliegen sollte.
5.6 Messung der Tränenproduktion
Aufgrund der Artenvielfalt bei Wildtieren ist die Verfügbarkeit von Referenzwerten für
verschiedene Parameter der Augenuntersuchung begrenzt (MONTIANI-FERREIRA,
2001). Auch für Bartagamen liegen in der zugänglichen Literatur noch keine
Normwerte für die Tränenproduktion vor. Wie die eigenen Beobachtungen zeigen,
scheint der herkömmliche Schirmer- Tränen- Test bei kleinen Augen wie bei denen
von Bartagamen aufgrund der kleinen Lidspalte nicht geeignet (LANGE et al., 2013;
89
Diskussion
TROST et al., 2007). Eine Halbierung der Teststreifen, wie sie beispielsweise für die
Tränenproduktionsmessung bei Meerschweinchen, Kaninchen (WIESER et al.,
2012), Schwarzbüschelaffen (LANGE et al., 2012) oder Hundewelpen (DA SILVA et
al., 2012) erfolgte, wurde in der vorliegenden Studie nicht durchgeführt. Durch die
manuelle Halbierung der Teststreifen wäre zum einen keine Standardisierbarkeit
mehr gegeben (LANGE et al., 2012), zum anderen konnte gezeigt werden, dass der
modifizierte STT eine stärkere Varianz der Ergebnisse aufweist (MONTIANIFERREIRA et al., 2006). Stattdessen wurde auf den filigraneren Phenolrot- Test
zurückgegriffen und mit dem seit kurzem eingesetzten Endodontic Absorbent Paper
Point Test verglichen.
5.6.1 Tränenproduktionsmessung mit dem Phenolrot- Test
Der Phenoltrottest misst den alkalischen Anteil der Tränenflüssigkeit und ist damit
von deren biophysischer Zusammensetzung abhängig (TOMLINSON et al., 2001).
Für Bartagamen finden sich in der Literatur keine Angaben zur
Tränenzusammensetzung bzw. zur Alkalität der Tränen. Deshalb können aus den
gemessenen Werten der vorliegenden Studie keine exakten Aussagen über das
tatsächliche wässrige Tränenvolumen erfolgen. Da alle inkludierten Tiere eine
unauffällige Hornhaut bzw. Konjunktiva zeigten und somit keine Hinweise auf eine
Tränenfilmstörung vorlagen, können die Ergebnisse aber durchaus in der Praxis als
Normwerte für diesen Tränentest bei Bartagamen verwendet werden.
Die meisten Tiere tolerierten den PRT im Unterlid gut, allerdings gestaltete sich das
Einhängen des Testfadens als schwierig. Mittels atraumatischer Gräf Pinzette wurde
das Unterlid vorsichtig gefasst und leicht von der Hornhaut weggehalten, damit der
Faden bis auf den Boden des Lidbindehautsackes geschoben werden konnte.
Hierbei sollte nur minimal Druck ausgeübt werden, da sonst Becherzellen gequetscht
werden und kollabieren könnten (GRAHN und STOREY, 2004). Solche Risiken
sollten vor allem bei stachellosen Tieren (Farbzuchten) bedacht werden, da dort die
Konjunktiva noch weniger durch Substanz geschützt ist als bei Stachel tragenden
Tieren. Das Fassen des Lides tolerierten viele Tiere nicht gut und verlängerten diese
Prozedur durch ihr Abwehrverhalten. Der Bindehautsack der Bartagamen schien
recht flach zu sein, was für das Einhängen und auch das Verbleiben des Testfadens
ungünstig war. Ähnliche Erfahrungen machten LANGE et al. (2012) bei
Schwarzbüschelaffen, welche ebenfalls einen engen Bindehautsack besitzen. Auch
hier war das Einlegen des Tests und das gleichzeitige Fixieren von Tier und Unterlid
schwierig zu koordinieren und erforderte viel Übung. Bei den Bartagamen wurde die
Platzierung des Tests auf dem Boden des Bindehautsackes zusätzlich durch den
knorpeligen Tarsus im Unterlid erschwert. Nicht zuletzt war auch die Länge des
Fadens unvorteilhaft, da dieser bis zu den Füßen der Probanden reichte und somit
bei Abwehrbewegungen gezogen werden konnte. Deshalb wäre bei einem
routinemäßigen Einsatz des Phenolrot- Testes bei Bartagamen ggf. eine leichte
90
Diskussion
Kürzung des Testfadens sinnvoll. Die Saugfähigkeit und der Farbumschlag dürften
dadurch kaum beeinflusst werden.
Der mediane Tränenwert betrug 8,82 mm (CI 95% 8,80 – 10,75) und reichte von 3,32
bis 19,45 mm. Ähnlich niedrige Minimumwerte wurden auch bei Papageienvögeln
gemessen (STOREY et al., 2009), so dass erst Tränenwerte unter 3 mm/ 15
Sekunden pathologisch zu sein scheinen. Die Spannweite der gemessenen Werte
von ca. 16 mm scheint relativ groß. Bei Meerschweinchen oder auch Pferden
konnten allerdings noch weitaus höhere Minimum- Maximum Bereiche (über 19 mm)
beim PRT festgestellt werden (ŞINDAK et al., 2010; TROST et al., 2007). Für
Reptilien gibt es in der Literatur keine Vergleichswerte für den PRT, aber verglichen
mit Meerschweinchen (TROST et al., 2007), Papageienvögeln (HOLT et al., 2006)
oder Kaninchen (BIRICIK et al., 2005) erscheinen diese Werte relativ niedrig. Eine
mögliche Erklärung wäre ein natürlicher Wassersparmechanismus bei Wüstentieren
(OFRI et al., 1999). So zeigten Goldhamster, die ebenfalls aus trockenen Gebieten
kommen, beim PRT ähnlich niedrige Werte (RAJAEI et al., 2013). Dagegen betonten
OFRI et al. (1999) dass – gemessen an der täglichen Tränenmenge - eine
Flüssigkeitseinsparung nur über das Tränenvolumen verschwindend gering wäre. Bei
Menschen konnte außerdem ein Zusammenhang zwischen dem Schirmer- TränenTest und der Luftfeuchte nachgewiesen werden. Eine dauerhafte Reduktion der
Luftfeuchte auf 40% resultierte in niedrigeren STT- Werten. Die Autoren führten dies
auf eine erhöhte Evaporation der Tränen zurück (WILLIAMSON und ALLISON,
1967). Da die Luftfeuchtigkeit bei den Bartagamen der vorliegenden Studie in
Anlehnung an deren natürlichen Lebensraum ebenfalls relativ niedrig war, ist nicht
auszuschließen, dass eine stärkere Verdunstung bei dieser Tierart zu
verhältnismäßig niedrigen Tränenwerten beiträgt.
Während Art, Gewicht, und Alter keinen Einfluss auf die Tränenmenge hatten,
unterschieden sich männliche und weibliche Tiere bei diesem Test voneinander.
Weibliche Tiere hatten einen signifikant höheren Tränenwert als männliche Tiere,
wobei dieser im Durchschnitt nur 2 mm höher war und deshalb nicht als klinisch
relevant eingestuft wurde. Dies spiegelt sich in vergleichbaren Beobachtungen bei
Meerschweinchen und Hunden wider (COSTER et al., 2008; HARTLEY et al., 2006).
Mögliche Erklärungen wären hormonelle Einflüsse auf die Tränendrüse selbst
(SULLIVAN et al., 1998) oder eine je nach Geschlecht variierende Tränenaufrisszeit
(CHO and YAP, 1994). Da sich nur beim PRT ein Geschlechtseinfluss zeigte, muss
auch eine abweichender pH- Wert (Alkalität) der Tränen bei männlichen und
weiblichen Tieren in Betracht gezogen werden.
Für diesen Test war eine starke Fixierung der Tiere notwendig, damit der Faden nicht
herausgewischt bzw.- geblinzelt werden konnte. In einer Studie mit Papageienvögeln
wurde die Auswirkung des Handling und des damit verbundenen Stresses beim PRT
untersucht (HOLT et al., 2006). Hierbei konnte kein signifikanter Einfluss auf die
91
Diskussion
Tränenwerte beobachtet werden, so dass auch in der eigenen Studie eine
Beeinflussung der Tränenwerte durch die starke Fixation unwahrscheinlich scheint.
Auch die Reihenfolge der Augen bzw. die Tatsache, dass diese jeweils nacheinander
getestet wurden, hatte bei den Papageienvögeln keinen Einfluss auf die
Tränenproduktion (HOLT et al., 2006). Somit scheint es unproblematisch, den PRT
bei Bartagamen wie in der vorliegenden Studie an beiden Augen nacheinander
durchzuführen,
um
eine
adäquate
Fixation
zu
gewährleisten.
Insgesamt scheint der PRT aufgrund der geringen Testzeit und der Feinheit des
Fadens für kleine Echsen wie Bartagamen praktikabel, auch wenn die Durchführung
des Tests Routine und eine konsequente Fixation des Patienten erforderte.
5.6.2 Endodontic Absorbent Paper Points
Der EAPP- Test misst laut LANGE et al. (2012) ebenso wie der Schirmer- TränenTest die wässrige Phase des Tränenfilms. Aufgrund der geringen Größe des
Teststreifens hat sich dieser Test bereits bei kleinen Exoten wie Mäusen, Ziervögeln
und auch Wasserschildkröten bewährt. Allerdings erforderte die Testdurchführung in
diesen Studien eine starke Fixation und Immobilisation der Probanden, was mit einer
höheren Stressbelastung verbunden war (LANGE et al., 2013). In der vorliegenden
Studie konnten ähnliche Erfahrungen gemacht werden. Für das Einlegen des Tests
mussten die Tiere von einer zweiten Person konsequent fixiert werden und auch das
Verbleiben des Tests im lateralen Kanthusdrittel über die Messzeit von einer Minute
gestaltete sich deutlich schwieriger als beim PRT. Bei einigen Tieren kippte der Test
nach nasal weg und führte dadurch zu einer Irritation. Bei diesen Probanden war
dann zwar kein Blepharospasmus zu beobachten, aber da die Lider in den meisten
Fällen geschlossen waren, kann eine Berührung der Hornhaut und damit ein
erhöhtes Reflexvolumen nicht ausgeschlossen werden. Damit scheinen die Werte
des EAPP stärker durch Irritation beeinflussbar, was bei der Interpretation der
Messwerte beachtet werden sollte.
Durch das Wegkippen bewegte sich der Teststreifen näher an den Ausführungsgang
der Tränendrüse, was die Messwerte vorraussichtlich verfälscht hätte. Deshalb
musste der Test in diesen Fällen wiederholt werden. Auch bei Kaimanen konnte bei
diesem Test ein Verkippen der Testspitzen während der Messdauer beobachtet
werden. Die Autoren vermuteten hier eine Interaktion mit der relativ prominenten
Nickhaut dieser Spezies (ORIÁ et al., 2013). Bartagamen besitzen ebenfalls eine
relativ prominente Nickhaut (s. Abb. 25). Möglicherweise hat deshalb auch in der
vorliegenden Studie eine Interaktion mit dieser stattgefunden und in der Folge zu
einer Dislokation des Papierstreifens geführt.
92
Diskussion
Abb. 25: Prominente Nickhaut bei Pog. vitticeps (Präparierung zur Enukleation
im Rahmen der Manometrie)
Die richtige Platzierung im lateralen Drittel des Bindehautsackes war dagegen durch
die Rigidität des Papierstreifens einfacher und zügiger möglich als beim PhenolrotTest, da der Streifen quasi von selbst „stecken“ blieb, die Manipulationsdauer am Lid
war dadurch sehr viel kürzer als beim PRT. Doch obwohl der Teststreifen gleich bei
Berührung des Tränensees am Boden des Bindehautsacks seine Eigensteifigkeit
verlor, musste beim Einlegen stark darauf geachtet werden, dass keine Berührung
und damit Reizung der Hornhaut durch den relativ starren und konisch zulaufenden
Papierstreifen stattfand. Dies erforderte Übung beim Einlegen des Tests.
Der mediane Wert bei diesem Test betrug 4,8 mm (CI 95% 4,50 – 5,18) und reichte
von 2,09- 7,99 mm. Damit liegen diese Tränenwerte geringfügig niedriger als die der
Rotwangenschmuckschildkröten, welche beim EAPP Test Werte von 8,79 (CI 95%
8.05–9.53) aufwiesen. Ein direkter Vergleich dieser Werte erscheint nicht sinnvoll,
weil sich Bartagamen als Wüstenbewohner möglicherweise in ihrer Tränenphysiologie von Wasserschildkröten unterscheiden. Da im Schriftum keine Erkenntnisse zur Tränenzusammensetzung bei Bartagamen vorliegen, kann zudem nicht
ausgeschlossen werden, dass eine abweichende Zusammensetzung der Mucinoder Lipidschicht bzw. eine niedrigere Anzahl an Becherzellen die wässrige Phase
der Tränenflüssigkeit beeinflusst hat (TROST et al., 2007). Außerdem scheint des
Testergebnis beim EAPP indirekt von der Tiefe des Bindehautsackes abzuhängen
(LANGE et al., 2012), die sich zwischen den Spezies unterscheidet. Die Tiefe des
Bindehautsackes wurde in der vorliegenden Studie aufgrund der Verletzungsgefahr
nicht vermessen, sie schien jedoch, wie bereits erwähnt, subjektiv eher flach.
In der Praxis ist dieser Test nur sinnvoll einsetzbar, wenn für die jeweilige Spezies
stets mit demselben Fabrikat der Papierspitze (gleiche Stärke, Länge und Farbe)
93
Diskussion
gemessen wird, damit der Absorptionsgrad möglichst wenig variiert. LANGE et al.
(2012) betonen, dass sich das Fabrikat „Color Size 30“ der Firma Roeko am besten
eignet, da dieses im Vergleich zu anderen Papierspitzen in Bezug auf die
Absorpionseigenschaften, den Kontrollstandards und der Standardisierbarkeit die
geringste Variation aufwies (EDWARDS and BANDYOPADHYAY, 1981). Aus
diesem Grund wurde auch für die vorliegende Studie dieses Fabrikat verwendet. Um
den EAPP Test routinemäßig als kommerziellen, standardisierbaren Test zur
objektiven Messung der Tränenproduktion einsetzen zu können, fehlen sicherlich
noch weitere Untersuchungen bezüglich der Materialeigenschaften, dem
Absorptionsverhalten und dem Ausmaß der Reizsekretion bei Verwendung der
Teststreifen.
Nichtsdestotrotz stellt diese Methode durchaus eine ausbaufähige Alternative für die
Tränenproduktionsmessung bei kleineren Patienten dar, auch wenn zweifelsohne
intensive Übung erforderlich ist, um die Manipulationsdauer am Auge so gering wie
möglich zu halten und damit Stress und Irritationen durch den Test und daraus
resulierend Verfälschungen der Messergebnisse zu vermeiden.
5.6.3 Güte der Übereinstimmung
Ein direkter Vergleich der beiden Messmethoden hinsichtlich ihrer Übereinstimmung
war nicht möglich, da in dieser Studie die Goldstandardmethode als Grundlage fehlt.
Auch eine Aussage, welche Messmethode die bessere ist oder ob überhaupt
adäquate Werte geliefert werden, ist ohne Vergleich mit dem Goldstandard
ausgeschlossen (GROUVEN et al., 2007). In der Veterinärmedizin wird allgemein der
Schirmer- Tränen- Test als Referenzmethode angesehen (SWINGER et al., 2010),
welcher sich aufgrund der Größe bei Bartagamen nicht anwenden lässt. Zum
anderen unterscheiden sich die beiden Messmethoden grundlegend, da sie
unterschiedliche Tränenkomponenten messen. In Studien, in denen der PRT mit
dem STT verglichen wurde, unterschieden sich die Werte ebenfalls in den meisten
Fällen, da die Saugfähigkeit bzw. die Qualität der Teststreifen naturgemäß
unterschiedlich ist (BIRICIK et al., 2005; TROST et al., 2007).
Beide Tests wurden dennoch hinsichtlich der Streuung ihrer Werte verglichen, um
zumindest für jeden Test die Empfindlichkeit gegenüber sog. „Ausreißern“ zu
bewerten. Hier zeigte sich, dass beim EAPP die Ergebnisse weniger stark vom
Mittelwert abwichen als beim PRT. Dieses Ergebnis ist auch an den MinimumMaximum Bereichen ersichtlich, der PRT zeigte eine weitaus größere Spannweite
(16 mm) als der EAPP (< 6 mm). Obwohl in der Literatur ähnlich große MinimumMaximum Bereiche bei PRT- Werten erwähnt sind, kann nicht ausgeschlossen
werden, dass die längere Manipulation am Unterlid bis zum Einlegen des Fadens zu
einer streß- oder irritationsbedingten Reflexsekretion geführt hat. Je nach Proband
kann das Ausmaß dieser Irritation variiert und zu entsprechend erhöhten
94
Diskussion
Tränenwerten geführt haben. Dieses Ergebnis spricht zumindest indirekt dafür, dass
die Reizwirkung beim EAPP Test doch niedriger war als angenommen und die
angefeuchtete erweichte Papierspitze kaum Reibung an der Hornhaut verursachte.
Wie bereits erwähnt wäre es sinnvoll für Bartagamen weitere Studien hinsichtlich der
Hornhautsensibilität und damit Reflexsekretion durchzuführen, um verschiedene
Tränentests besser interpretieren zu können.
Nicht zuletzt wäre bei Exoten auch die Evaluation alternativer Tests zur Messung der
Tränenproduktion sinnvoll, welche nicht die Nachteile der klassischen Tränentests
(Stressbelastung, Manipulation am Lid und damit erhöhte Tränenproduktion etc.) mit
sich bringen. Besonders die Messung der Tränenaufrisszeit (tear break up timeTBUT) ist weniger „invasiv“ und stellt laut einiger Autoren, zumindest bei Hunden, die
reproduzierbarste Methode zur Überprüfung der Tränenproduktion dar (HARTLEY et
al., 2006).
5.6.3 Ergänzende Parameter
Die Blinzelfrequenz wurde am unfixierten Probanden aus einiger Distanz ausgezählt,
um so eine stressbedingte Erhöhung der Blinzelfrequenz (TROST et al., 2007) zu
vermeiden. Im Vergleich zu Hund (3- 5/ Min.) oder Katze (1- 5/ Min.) (GLENWOOD
und MACKAY, 2013) scheint die Blinzelfrequenz mit Werten um durchschnittlich
3,41(±2,34) in fünf Minuten verhältnismäßig niedrig. Allerdings konnten bei
Chinchillas, welche aus mediterran bis wüstenartigen Gebieten kommen, ähnlich
niedrige Werte erfasst werden (LIMA et al., 2010). Da keiner der Probanden
Hinweise auf eine Tränenfilmstörung aufwies, scheint die niedrige Blinzelfrequenz
physiologisch und ausreichend für die Befeuchtung der Hornhaut zu sein. Deshalb ist
es denkbar, dass bei Bartagamen eine andere Tränenzusammensetzung (Mucinbzw. Lipdanteil) vorliegt. Bei Kaimanen vermuteten die Autoren ebenfalls eine
erhöhte Lipid- bzw. Mucinkomponente als Erklärung für eine auffallend niedrige
Blinzelfrequenz (ORIÁ et al., 2013).
Die Lidspaltenlänge wurde am nicht gedehnten Lid gemessen, um die physiologische
Lidspalte zu bestimmen. Die Lidspaltenlänge betrug durchschnittlich 5,74mm (±1,28)
und war damit erwartungsgemäß deutlich kleiner als bei Meerschweinchen,
Kaninchen (WIESER et al., 2012), aber auch bei Rotwangenschmuckschildkröten
(LANGE et al., 2013). Dieses Ergebnis verdeutlicht nochmal, dass die Durchführung
von Tränentests, aber auch von anderen Untersuchungen am Auge (z.B.
Gonioskopie) bei Bartagamen aufgrund der kleinen Dimensionen eingeschränkt oder
in manchen Fällen sogar unmöglich ist. Beim Phenolrot- Test konnte außerdem ein
schwach positiver Zusammenhang zwischen der Lidspaltenlänge und den
Tränenwerten festgestellt werden. Subjektiv gesehen war das Einhängen des
Testfadens bei Probanden mit einer längeren Lidspalte und damit einem tieferen
Bindehautsack einfacher möglich. Ein tiefer Bindehautsack kann zudem ein größeres
95
Diskussion
Tränenvolumen speichern als ein flacher Bindehautsack (LANGE et al., 2012).
SAKAMOTO et al. (1993) begründeten unterschiedliche PRT- Ergebnisse bei
verschiedenen Völkern ebenfalls mit unterschiedlichen anatomischen Verhältnissen
(Bindehautsack, Dimensionen der Lidränder, Lidspaltenlänge etc.), so dass
zumindest eine geringgradige Beeinflussung durch individuelle Anatomie bei diesem
Tränentest nicht ausgeschlossen werden kann.
5.7 Kalibrierung des TonoVet®
Die Manometrie gilt als Referenzmethode, nach welcher alle Tonometer hinsichtlich
ihrer Genauigkeit bewertet werden sollten (KNIESTEDT et al., 2008). In der
vorliegenden Studie konnte gezeigt werden, dass der TonoVet® den Augeninnendruck über den gesamten Druckbereich von 5 bis 60 mmHg unterschätzte.
Hierbei konnte eine wachsende Diskrepanz zwischen manometrisch vorgegebenem
Druck und den mittels Tonometer gemessenen Werten festgestellt werden. Ähnliche
Ergebnisse wurden bei Katzen (RUSANEN et al., 2010), Greifvögeln (REUTER,
2010) und Rotwangenschmuckschildkröten (DELGADO et al., 2013) erzielt, bei
denen der TonoVet® jeweils auch den wahren Druck mehr oder weniger stark
unterschätzte.
Die Ursache für solche Abweichungen muss hauptsächlich bei den Bedingungen am
Messort, sprich der Hornhaut gesucht werden. Da der TonoVet® nicht für
Bartagamen konzipiert ist, ist der Messvorgang nicht an deren spezifische
anatomische Verhältnisse angepasst. Bei der Reboundtonometrie wird der IOD
durch die Rückprallkraft des elektromagnetischen Probentips an der Hornhaut
berechnet. Diese Kraft kann je nach Viskoelastizität des Hornhautepithels variieren
(KOTECHA, 2007; LYNCH et al., 2007; PARK et al., 2011). Die Elastizität wird
indirekt durch die zentrale Hornhautdicke, die Krümmung und auch den cornealen
Widerstandsfaktor beeinflusst (BROMAN et al., 2007; KNIESTEDT et al., 2008). Für
Reptilien liegen bisher keine Erkenntnisse zu Hornhauteigenschaften (CCT, CRF,
CH) vor, deshalb kann das Maß der Auswirkung dieser Eigenschaften auf den
Messvorgang nur schwer eingeschätzt werden. Die durchgehend zu niedrig
angegebenen Werte und auch die in vivo verhältnismäßig niedrigen IOD Werte
sprechen aber zumindest indirekt für eine dünnere Hornhaut bei dieser Spezies,
denn es ist bekannt, dass eine dicke Hornhaut bei der Reboundtonometrie zu
höheren Druckwerten führt (JORGE et al., 2008; MARTINEZ-DE-LA-CASA et al.,
2006). Es kann außerdem angenommen werden, dass die Skleralringe als
anatomische Besonderheit bei Bartagamen die Viskoelastizität und vermutlich auch
die Rigidität der Hornhaut beeinflussen (DARROW et al., 2013). Auch bei Eulen und
anderen Greifvögeln wurde bei Messungen mit dem TonoVet® eine Beeinflussung
durch die Skleralringe und eine damit verbundene erhöhte Starrheit der Hornhaut
96
Diskussion
diskutiert (HARRIS et al., 2008; REUTER, 2010). Außerdem ist nicht
auszuschließen, dass durch die erhöhte Formstabilität die Verformbarkeit der
Bulbushüllen zumindest teilweise limitiert wurde und somit die künstlich erzeugte
Druckerhöhung nicht deckungsgleich auf die Augenhüllen (Hornhaut) wirken konnte.
In den meisten Manometriestudien war es trotz Diskrepanz der Werte möglich, eine
Regressionsanalyse durchzuführen, um letztendlich eine Umrechnungsformel für den
wahren IOD zu erhalten (PEASE et al., 2006; PRASHAR et al., 2007; REUTER et al.,
2010). Voraussetzung für eine Regressionsanalyse ist ein linearer Zusammenhang
zwischen den beiden Messverfahren. In der vorliegenden Studie konnte lediglich bei
den ersten beiden Druckstufen ein schwacher linearer Zusammenhang
nachgewiesen werden. Da mit beiden Verfahren der gleiche Wert (der Druck
innerhalb des Auges) gemessen wurde, ist aber grundsätzlich eine hohe
Übereinstimmung der Werte zu erwarten. Deshalb ist der schwache lineare
Zusammenhang bei 5 und 10 mmHg zu relativieren und als nicht ausreichend zu
werten. Folglich war es nicht möglich, eine kalkulierbare Beziehung zwischen den
beiden Messverfahren herzustellen und eine Umrechnungsformel zu präsentieren.
Die Ursachen für eine fehlende Übereinstimmung zwischen Tonometer und
Manometer können auch im Versuchsaufbau liegen. Zum einen müssen bei
Kalibrierungsversuchen ex vivo mögliche postmortale Veränderungen an Hornhaut
oder Sklera in Betracht gezogen werden. In einer Humanstudie zeigten sich post
mortem deutliche Veränderungen an den Augen, unter anderem entstanden Ödeme
in der Hornhaut und die Rigiditätswerte dieser unterschieden sich signifikant von
denen in vivo. Außerdem können der abwesende Blutfluß, die fehlende extraokuläre
Muskulatur bzw. vaskuläre Widerstände zu einer veränderten Biomechanik der
Bulbushüllen führen (PALLIKARIS et al., 2005). Dagegen konnten bei Pferden keine
Unterschiede zwischen den Werten von in situ und ex vivo verwendeten Augen im
Manometrieversuch gefunden werden (GÜSE, 2008). In der vorliegenden Studie, in
welcher alle Augen spätestens 3 Stunden post mortem enukleiert wurden, konnten
bis zum Ende der Manometrie mittels Spaltlampe kein Ödem oder ein Kollaps der
Hornhaut festgestellt werden. Die Lagerung erfolgte gekühlt und unter Feuchthaltung
und beschränkte sich auf maximal 6 Stunden, so dass eine starke Beeinflussung der
Manometrie durch evidente postmortale Schäden unwahrscheinlich scheint. Nicht
zuletzt haben die Skleralringe auch noch postmortal zur Formstabilität beigetragen
und dadurch einen Kollaps des Bulbus oder der Sklera vermieden.
Die Einstichstelle bei der Kanulation des Bulbus unterschied sich von den meisten
anderen Studien, in welchen die Kanüle direkt in die vordere Augenkammer
eingeführt wurde (KALESNYKAS und UUSITALO, 2007; PRASHAR et al., 2007;
SAEKI et al., 2008). In der vorliegenden Studie führte der Einstich via Cornea stets
zu Leckagen, auch eine Punktion des Limbus war aufgrund der Skleralringe und dem
damit verbundenen Kraftaufwand bei der Punktion ebenfalls nicht ohne Austritt von
97
Diskussion
Kammerwasser möglich. Nicht zuletzt erschien eine Manipulation am Messort
(Hornhaut) und die damit verbundene Interaktion mit dem Probentip nicht sinnvoll.
Aus diesen Gründen wurde der Bulbus transskleral kannuliert. In anderen
Manometrieversuchen mit Greifvögeln und Mäusen wurde aus ähnlichen
Überlegungen ebenfalls transskleral in den Glaskörper eingestochen und trotzdem
konnte eine lineare Beziehung zwischen Manometer und Tonometer hergestellt
werden (REITSAMER et al., 2004; REUTER, 2010). Es wurde deshalb gefolgert,
dass die Einstichstelle nicht für die fehlende lineare Beziehung zwischen den
Messverfahren verantwortlich war.
Eine Aussage über das postmortale Zusammenspiel von Ziliarkörper und
Skleralringen kann allerdings nicht getätigt werden. Die Skleralringe dienen in vivo
u.a. als Hebel für den Ziliarkörper, der bei Kontraktion den Zustand der Linse
verändern kann (DUKE-ELDER, 1958; KERN UND COLITZ, 2013). Das
Kammerwasser fließt in vivo an der Linse vorbei durch die Pupille in die vordere
Augenkammer (Abb. 26). Es kann nicht ausgeschlossen werden, dass die Dynamik
des Glaskörperinhaltes bzw. des Kammerwassers im Manometrieversuch indirekt
durch die Skleralringe beeinflusst wurde. So kann ein verändertes
Durchflussvolumen durch einen erhöhten Widerstand des Ziliarkörpers gegenüber
der Druckerhöhung vorgelegen haben, da dieser an den Skleralringen verankert ist.
Diese Überlegung würde auch die wachsende Diskrepanz zwischen den beiden
Messverfahren mit steigendem manometrisch vorgegebenem Druck erklären.
Dementsprechend könnte sich durch eine unvollständige Verteilung der eingeleiteten
Kochsalzlösung der Druck- trotz der Wartezeit von zwei Minuten - möglicherweise
nicht komplett bis an den Messort (Hornhaut) ausgebreitet haben.
Abb. 26:
Verteilung des Kammerwassers
(schematische Darstellung),
modifiziert nach HEYS et al. (2001)
Schwarze Pfeile: Kammerwasserfluss nach
Produktion am Ziliarkörper
Gestrichelte Linie: Lokalisation der
Skleralringe bei Echsen
98
Diskussion/ Fazit
Zur Absicherung dieser These wären sicherlich noch weitere, u.a. elektronenmikroskopische, Untersuchungen an Bartagamenaugen nötig, um die Kammerwasserdynamik und die Rolle der Skleralringe bei der Manometrie zu evaluieren.
Die Ergebnisse der Manometrie zeigen letztendlich, dass in diesem
Kalibrierungsversuch kein linearer Zusammenhang zwischen dem tatsächlichen
Druck und den mit dem TonoVet® gemessenen Werten hergestellt werden konnte.
Damit erscheint es schwer, in der Praxis von angezeigten Messwerten auf den
tatsächlichen Druck zu schließen. Da die Kalibrierung an der Referenzmethode kein
akzeptables Ergebnis lieferte, könnten klinisch gemessene Werte streng genommen
nicht in der Einheit mmHg, sondern beispielsweise in „TonoVet® Einheiten“ o.ä.
angegeben werden.
Die Ergebnisse der Manometrie beeinflussen die Anwendbarkeit der Messwerte aus
dem klinischen Versuch nicht, da die dort erzielten Messergebnisse für Bartagamen ungeachtet der Einheit - den physiologischen Referenzbereich für den IOD bei
gesunden Tieren darstellen.
5.8. Klinische Bedeutung und Fazit
Die Ophthalmologie bei Reptilien im Sinne einer fundierten Diagnostik hat in der
Praxis bisher einen eher niedrigen Stellenwert. Einmal umfasst die Klasse der
Reptilien fast 9800 Spezies, wodurch eine große Variation in der Augenanatomie und
den Erkrankungen bei den einzelnen Spezies vorliegt (MADER, 2012). Dies
erschwert die Diagnostik und setzt fundierte Kenntnisse zu den spezifischen
anatomischen Besonderheiten des Patienten voraus. Zum anderen liegen aufgrund
der Artenvielfalt (WILLIAMS, 2012) und nicht zuletzt aufgrund der eingeschränkten
Verfügbarkeit von Studien(tieren) kaum Normwerte für Parameter am Auge vor. In
vielen Fällen ist die Augenuntersuchung sowie die weitere Diagnostik auch durch die
geringe Größe vieler Reptilien und deren Stressanfälligkeit erschwert (KERN und
COLITZ, 2013). Aus den genannten Gründen liegen nur wenige Normwerte für die
üblichen ophthalmologischen Parameter wie z.B. die Tränenproduktion oder den
Augeninnendruck in der Literatur vor. Diagnosen werden deshalb oftmals nur auf
Grundlage der Anamnese, Klinik oder der Spaltlampenuntersuchung gestellt. Doch
gerade für die Überprüfung des Therapiefortschritts und auch für die
Prognosestellung ist es sinnvoll, Zahlenwerte zur Einschätzung zur Verfügung zu
haben. Ziel dieser Arbeit war es deshalb, Normwerte für zwei verschiedene Parameter der Augenuntersuchung zu erstellen. Als Studientiere wurden Bartagamen
ausgewählt, da diese eine der am häufigsten vorgestellten Reptilienart in
Deutschland darstellen.
Im Rahmen der initialen Augenuntersuchung konnte gezeigt werden, dass Reptilien
nur unzuverlässig Antworten auf Reflextests oder sonstige Sinnesprüfung zeigten.
99
Diskussion/ Fazit
Diese Unsicherheit sollte bei der Interpretation von Befunden im Rahmen der Augenuntersuchung bedacht werden. Außerdem konnte bestätigt werden, dass eine gründliche Funduskopie bei Bartagamen am wachen Tier ohne weitere Verabreichung von
Medikamenten nicht verlässlich durchführbar ist (DARROW et al., 2013; LAWTON,
2006; WILLIAMS, 2012).
Durch die Erstellung von Normwerten bei Bartagamen können tonometrisch gemessene Einzelwerte nun besser in der Klinik eingeordnet werden. Zwar liegen bisher
keine Angaben über Glaukomfälle bei Reptilien vor, vermutlich ist dies aber auf das
Fehlen von Normwerten zurückzuführen (DELGADO et al., 2013). Auch brachte die
vorliegende Studie die Erkenntnis, dass der TonoPen® im Gegensatz zum TonoVet®
bei dieser kleinen Echsenart nicht praktikabel ist. Ebenso konnte gezeigt werden,
dass verhältnismäßig niedrige Augeninnendruckwerte für diese Art physiologisch zu
sein scheinen, was sich mit den wenigen in der Literatur vorhandenen Werten anderer Reptilien weitgehend deckt. Die Untersuchung von Einflussparametern hat
deutlich gemacht, dass tendenziell eine Beeinflussung durch die Tageszeit und auch
die Umgebungstemperatur vorliegt. Dies sollte in der Praxis bei der Interpretation von
IOD- Werten (z.B. bei ungewärmt transportierten Patienten, IOD- Messung nach/
während der Überwinterung) berücksichtigt werden. Zudem konnte gezeigt werden,
dass die Applikation von Lokalanästhetikum keinen Einfluss auf die Messwerte hatte,
gleichzeitig aber das Toleranzverhalten steigerte.
Zur Tränenproduktionsmessung bei Reptilien lagen bisher nur zwei Studien in der
Literatur vor (LANGE et al., 2013, ORIA et al., 2013). Zwar sind Tränenfilmstörungen
(Keratitis, Photokeratokonjunktivitis) bei Reptilien durchaus beschrieben (BAYON et
al., 2002, GARDINER et al, 2013, ZWART et al, 1973, COLLETE und CURRY,
1978), die Diagnose basierte in diesen Fällen allerdings nicht auf der Messung der
Tränenproduktion, sondern auf morphologischen Veränderungen. Die Tränenproduktionsmessung bei Reptilien ist vor allem durch die notwendige Fixation und die
kleinen Dimensionen am Auge eine Herausforderung (LANGE et al., 2013). Deshalb
wurden in der vorliegenden Arbeit der für „kleine Exoten“ empfohlene Phenolrot- Test
(KERN und COLITZ, 2013) und der neue, umgewidmete EAPP- Test für Bartagamen
evaluiert. Es konnte gezeigt werden, dass beide Tests trotz der sehr geringen Größe
der Lider gut angewendet werden können, auch wenn dies vorherige intensive
Übung erfordert.
Der Kalibrierungsversuch verdeutlicht die Wichtigkeit der Manometrie beim Einsatz
von Tonometern, die nicht für die entsprechende Tierart vorkalibriert sind. Hier
konnte gezeigt werden, dass für den TonoVet® eine schlechte Übereinstimmung mit
der Referenzmethode vorlag. Ursachen dafür müssen bei variierenden Hornhauteigenschaften, bei Bartagamen vermutlich aber auch in der veränderten Rigidität der
Bulbushüllen durch die Skleralringe gesucht werden. Die Praktikabilität des
100
Diskussion/ Fazit
TonoVet® und die Anwendung der hier aufgestellten Messwerte als Referenz
verändern sich dadurch aber nicht.
101
Zusammenfassung
9. Zusammenfassung
Eva Schuster (2014)
Tonometrie und Evaluierung zweier Tränentests bei Bartagamen (Pogona spp.)
In der vorliegenden Arbeit wurden diagnostische Verfahren im Rahmen der Augenuntersuchung bei 60 gesunden Bartagamen (Pogona spp.) evaluiert. Zur
Augeninnendruckmessung wurden die beiden Tonometriegeräte TonoVet® und
TonoPen® gewählt. Der Messvorgang wurde hinsichtlich Durchführbarkeit und
Toleranz der Tiere evaluiert und Referenzbereiche aus den Einzelmessungen
erstellt. Durch diurnale Mehrfachmessungen konnten Tagesschwankungen bestimmt
werden. Weitere Messungen wurden außerdem unter dem Einfluss von
Lokalanästhesie sowie unter Temperaturabfall vorgenommen. Schließlich wurden
potentielle Einflussparameter auf den Augeninnendruck (Alter, Geschlecht, Körpergewicht) untersucht. Parallel wurde an enukleierten Augen eine Manometrie durchgeführt, um das erfolgreich angewandte Tonometer, den TonoVet®, für Bartagamen
zu kalibrieren. Außerdem wurden zwei verschiedene Tränentests, der PhenolrotTest sowie der neuere Endodontic Absorbent Paper Point Test, evaluiert. Auch hier
wurden Referenzbereiche aufgestellt. Beeinflussende Faktoren wie Blinzelfrequenz
und Lidspaltenlänge sowie die o.g. Einflussparameter wurden hinsichtlich ihres
Effekts auf die Messwerte geprüft.
Der Augeninnendruck konnte an allen 60 Tieren mit dem Reboundverfahren
(TonoVet®) gemessen werden. Mit dem Applanationstonometer TonoPen® konnten
aufgrund der starken Abwehrreaktionen trotz lokaler Betäubung der Hornhaut keine
gültigen Messungen erzielt werden. Bei kleinen Augen mit Hornhautdurchmessern
unter 5 mm scheint dieses Messgerät damit ungeeignet. Der IOD (Tagesdurchschnitt) bei Pogona vitticeps betrug durchschnittlich 6,16 (4,89–7,72) mmHg.
Außerdem konnte gezeigt werden, dass eine Lokalanästhesie keinen Einfluss auf die
Messwerte hatte, aber zusätzlich das Toleranzverhalten steigerte. Tendentiell konnte
ein Einfluss der Tageszeit sowie einer Temperaturabsenkung gefunden werden. Die
Tränenproduktionsmessung konnte mit beiden Tests durchgeführt werden, wobei
beide Verfahren Übung und Routine erfordern, um unverfälschte Ergebnisse erzielen
zu können. Beim Phenolrot- Test konnte ein geringer Geschlechtseinfluss auf die
Messwerte festgestellt werden, die klinische Relevanz bleibt allerdings fraglich. Auch
die Lidspaltenlänge schien hier nur schwach mit den Tränenwerten zu korrelieren.
Im Kalibrierungsversuch konnte kein linearer Zusammenhang zwischen der
Referenzmethode und dem TonoVet® hergestellt werden. Damit erscheint in der
Praxis eine Rückrechnung von klinisch gemessenen Werten auf den tatsächlichen
IOD nicht möglich. Die Messwerte aus dem Versuch in vivo können nichtsdestotrotz
als Referenzbereich für Bartagamen verwendet werden.
102
Summary
10. Summary
Eva Schuster (2014)
Tonometry and tear production measurement in bearded dragons (Pogona
spp.)
In this study, certain ophthalmological diagnostic tools were evaluated in 60 bearded
dragons (Pogona spp.). Two tonometric devices working with different measurement
procedures were chosen for assessment of the intraocular pressure (IOP). Both were
proved for practicability, and reference ranges were calculated based on single
measurements. Diurnal fluctuations were determined by repeated measurements
during the day. Additionally, influence of local anaesthetic and temperature drop on
IOP results was investigated. Finally, possible influencing factors (age, gender, body
weight) on IOP were calculated. For calibration of the utilizable tonometric device
TonoVet®, manometry was proceeded on enucleated eyes to determine the
accuracy of the TonoVet®.
Furthermore, two tests for tear production measurement were evaluated: the phenol
red tear test (PRT) and the more recent Endodontic Absorbent Paper Point (EAPP)
test. Both were also proved for feasibility in bearded dragons and reference ranges
were established. Blink frequency within 5 minutes and palpebral fissure length were
noted for every subject and correlation to measurement results was determined.
TonoVet® proved to be feasible for IOP measurement in all 60 subjects. Applanation
tonometry by the TonoPen® was not tolerated by the lizards, probably due to the
relatively large probe tip diameter. Consequently, the latter tonometer does not seem
suited for smaller eyes with corneal diameter under 5 mm. Beside establishment of
reference ranges assesed by the TonoVet® (6,16 (4,89–7,72) mmHg), it could be
proved that LA increased the compliance of the subjects during measurements
without affecting the values. Day time and environmental temperature tended to have
a slight impact on IOP results. Tear production measurement could be proceeded
with both the PRT and the EAPP, even though performance of the tests require
practice and routine. Gender and palpebral fissure lengths tended to have a weak
influence on PRT results, but clinical relevance remains questionable.
No linear relationship could be found between tonometric device and the reference
method (manometry). Consequently, it is not possible to convert clinically IOP values
measured with the TonoVet® into the true IOP. Nevertheless, established normal
values of this study can be used as reference range for bearded dragons as they
were obtained on clinically healthy subjects without ocular findings.
103
Literaturverzeichnis
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124
Anhang
12. Anhang
12.1 Abbildungsverzeichnis
Abb. 1: Schematische Darstellung des Auges einer Echse (modifiziert) (WALLS, 1942)..6
Abb 2: Vergleichende schematische Darstellung der Vorderen Augenkammer bei Echsen
(A) und Schlangen (B) (nach CAPRETTE et al, 2004)…………………………………….. 12
Abb. 3: Spaltlampenuntersuchung am unfixierten Tier……………………………………..39
Abb. 4: Messung mit dem TonoVet® am unfixierten Tier…………………………………..42
Abb. 5: Messvorgang (Reboundverfahren) TonoVet®……………………………………...42
Abb. 6: Ansatz des TonoPen® an der Hornhaut, dargestellt am unfixierten Tier………. 45
Abb. 7: Verwendete Tränentests (links der EAPP in Originalverpackung, mittig der PRT,
rechts eine einzelne Papierspitze des EAPP zum Größenvergleich)…………………….47
Abb. 8: Messung der Tränenproduktion mittels Phenolrot- Test…………………………. 49
Abb. 9: Messung der Tränenproduktion mit dem EAPP- Papierstreifen………………….50
Abb. 10: Interpretation des EAPP- Tests……………………………………………………. 51
Abb. 11: Messung der Lidspaltenlänge mittels digitalem Messschieber………………….53
Abb. 12: Versuchsaufbau zur manometrischen Kalibrierung des TonoVet®…………….54
Abb. 13. Messung mit dem TonoVet® am enukleierten Bartagamenauge im Rahmen des
Manometrieversuchs…………………………………………………………………55
Abb. 14: Linksanliegende Schädelaufnahme, latero- laterale Projektion, Schädel um ca.
45° verkippt ……………………………………………………………………………………..60
Abb. 15: Herabhängendes Lid bei Pog. vitticeps …………………………………………...61
Abb. 16: Einseitiger partieller Lidrandverlust (Pog.vitticeps)……………………………….61
Abb. 17: Hypo Trans Farbform mit deutlich wulstigen und stachellosen Lidern und
auffallend dunkler Iris (Pog. vitticeps) ………………………………………………………..61
Abb. 18: Relation Messkopf TonoPen® zu Hornhautoberfläche bei einer Bartagame (Pog.
vitticeps)……………………………………………………………………………….64
125
Anhang
Abb. 19: Verteilung der durchschnittlichen Tageswerte (Pog.vitticeps) im Boxplot ……66
Abb. 20: Verteilung der Werte unterhalb und innerhalb der POTZ bei Pogona vitt ...…..68
Abb. 21: Nach nasal verkippter EAPP- Test ………………………………………………..71
Abb. 22: Vergleich der Messwerte im Streudiagramm …………………………………….73
Abb. 23: Linksseitige, frei bewegliche Iriszyste …………………………………………….78
Abb. 24: Deutlich unterschiedliche Irisfarbe bei zwei weiblichen Tieren ………………...80
Abb. 25: Prominente Nickhaut bei einer Pog. vitticeps (Präparation zur Enukleation im
Rahmen der Manometrie) …………………………………………………………………….93
Abb. 26: Verteilung des Kammerwassers (schematische Darstellung), modifiziert nach
Heys et. al (2001)……………………………………………………………………………….98
12.2. Tabellenverzeichnis
Tab. 1: Gegenüberstellung der häufigsten Augenerkrankungen bei Reptilien …………..2
Tab. 2: Gegenüberstellung der extrinsischen Augenmuskeln von Reptilien, Vögeln und
Säugern nach Angabe in ausgewählter Literatur …………………………………………..8
Tab 3: Reflexe im Rahmen der Augenuntersuchung beim Reptil nach Mader und
Wyneken (MADER, 2012; WYNEKEN, 2007)………………………………………………17
Tab. 4: Klassische Einteilung des Glaukoms beim Säuger (nach (PLUMMER et al., 2013)
……………………………………………………………………………………………………21
Tab. 5: Überblick über gängige Tonometer (inklusive bisheriger Anwendung bei
Reptilien) und deren Vor- und Nachteile (nach DE MORAES et al., 2008).....................27
Tab. 6: Anzahl und durchschnittliche Tierdaten aus dem klinischen Versuch (n=60) zur
Ermittlung von Normwerten für den IOD sowie für die Tränenproduktion……………….35
Tab. 7: Versuchsmaterial des Manometrieversuchs……………………………………….53
Tab. 8: Ergebnisse der Tests im Rahmen der Augenuntersuchung (n= 60 Tiere) …….62
Tab. 9: Ergebnisse der diurnalen Messungen (Tagesverlauf), n=60 ……………………65
126
Anhang
Tab.10: Gegenüberstellung der Messergebnisse beider Tränentests…………………..69
Tab. 11: Gegenüberstellung beider Messverfahren pro Druckstufe (n= 11 Augen) ….73
Tab. 12: Übereinstimmung (Korrelationsanalyse) der beiden Messverfahren pro
Druckstufe…………………………………………………………………………………….. 74
12.3. Originaldaten (für alle Tabellen gilt: Proband Nr. 33 wurde von den Berechnungen ausgeschlossen (Iriszyste) und ist deshalb nicht mit Messwerten aufgeführt)
127
0284864
0284920
0283439
0288505
0289824
0283820
0290136
0290137
0280396
0288509
0263409
0259075
0281725
0292421
0289723
0292422
0259581
0259580
0293145
0276093
0293146
0293147
0293387
0293384
0293385
0294397
0294398
0294399
0259583
Tnr.
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
7
8
9
6
7
7
5
5
7
6
6
6
7
5
7
6
6
7
5
7
7
5
7
5
6
8
7
6
6
7
9
9
6
6
6
5
5
6
8
5
5
11
5
6
5
6
7
5
6
7
6
6
5
6
9
7
5
7
6
9
9
7
5
6
6
5
5
8
6
5
8
5
7
5
6
7
5
7
7
6
7
5
7
9
7
7
6
6,60
8,67
9,00
6,33
6,00
6,33
5,33
5,00
6,00
7,33
5,67
5,33
8,67
5,00
6,67
5,33
6,00
7,00
5,00
6,67
7,00
5,67
6,67
5,00
6,33
8,67
7,00
6,00
6,33
6
6
8
7
10
6
5
5
6
7
6
5
8
6
8
7
6
8
5
7
6
6
7
5
8
8
7
6
7
5
5
7
6
8
6
5
5
7
8
7
6
7
6
7
6
5
7
6
7
7
6
7
6
8
8
7
7
5
6
7
7
5
7
6
6
5
6
8
7
5
8
6
7
5
5
6
5
7
7
7
7
6
8
9
8
7
7
5,60
6,00
7,33
6,00
8,33
6,00
5,33
5,00
6,33
7,67
6,67
5,33
7,67
6,00
7,33
6,00
5,33
7,00
5,33
7,00
6,67
6,33
7,00
5,67
8,00
8,33
7,33
6,67
6,33
8
6
8
6
8
6
5
4
7
8
6
5
6
7
6
5
7
7
5
7
6
4
6
4
6
7
7
7
5
8
7
9
6
7
5
5
5
5
7
4
5
6
5
7
5
7
6
6
7
6
5
7
5
7
7
7
6
5
6
8
7
6
7
4
5
5
7
5
5
5
7
6
5
5
7
6
6
7
6
6
8
6
6
8
7
6
5
5,60
7,00
8,00
6,00
7,33
5,00
5,00
4,67
6,33
6,67
5,00
5,00
6,33
6,00
6,00
5,00
7,00
6,33
5,67
7,00
6,00
5,00
7,00
5,00
6,33
7,33
7,00
6,33
5,00
Lfd. Nr OS Mo1 OS Mo2 OsMo3 OS Mo Ø OD Mo1 OD MO2 OD Mo3 OD Mo Ø OS Mi1 OS Mi2 OS Mi3 OS Mi Ø
Anhang
Anhang 12.3.1: Originaldaten TonoVet® Messungen
(Mo= morgens, Mi= mittags, Ab= abends, Zahlen= 1./2./3. Messung, restliche Abkürzungen s. Abkürzungsverzeichnis)
128
129
0284864
0284920
0283439
0288505
0289824
0283820
0290136
0290137
0280396
0288509
0263409
0259075
0281725
0292421
0289723
0292422
0259581
0259580
0293145
0276093
0293146
0293147
0293387
0293384
0293385
0294397
0294398
0294399
0259583
Tnr.
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
7
6
7
7
7
5
5
5
7
6
5
6
7
5
6
5
6
5
7
6
6
6
7
6
6
9
7
5
5
Lfd. Nr OD Mi1
8
7
6
7
9
4
4
5
5
6
4
5
7
6
6
5
7
6
6
6
6
7
6
6
7
9
8
6
5
OD Mi2
7
7
6
8
8
4
4
5
6
6
4
5
7
5
6
5
6
6
6
5
5
6
7
6
8
8
7
6
6
OD Mi3
5,60
6,67
6,33
7,33
8,00
4,33
4,33
5,00
6,00
6,00
4,33
5,33
7,00
5,33
6,00
5,00
6,33
5,67
6,33
5,67
5,67
6,33
6,67
6,00
7,00
8,67
7,33
5,67
5,33
8
9
8
9
6
6
5
4
6
7
6
5
7
7
7
7
6
5
5
6
7
6
7
6
7
8
7
7
3
7
8
8
8
7
5
6
5
6
5
5
5
6
6
6
7
6
5
6
6
6
7
8
6
7
7
7
7
4
7
8
8
7
6
5
5
4
5
6
7
6
7
5
7
7
6
5
5
7
7
7
9
6
7
8
7
6
4
5,60
8,33
8,00
8,00
6,33
5,33
5,33
4,33
5,67
6,00
6,00
5,33
6,67
6,00
6,67
7,00
6,00
5,00
5,33
6,33
6,67
6,67
8,00
6,00
7,00
7,67
7,00
6,67
3,66
7
8
7
7
6
5
6
5
7
7
6
6
6
6
6
6
6
5
6
6
6
6
6
4
7
7
7
6
3
7
7
6
8
7
6
7
6
7
5
6
6
6
6
6
7
5
5
6
6
6
6
7
5
6
7
8
6
4
8
7
5
8
7
5
6
5
7
7
6
5
7
6
7
6
5
5
5
6
7
7
7
6
7
7
7
6
3
5,60
7,33
6,00
7,67
6,67
5,33
6,33
5,33
7,00
6,33
6,00
5,67
6,33
6,00
6,33
6,33
5,33
5,00
5,67
6,00
6,33
6,33
6,67
5,00
6,67
7,00
7,33
6,00
3,33
OD Mi Ø OS Ab1 OS Ab2 OS Ab3 OS Ab Ø OD Ab1 OD Ab2 OD Ab3 OD Ab Ø
Anhang
(Mi= mittags, Ab= abends, Zahlen= 1./2./3. Messung, restliche Abkürzungen s. Abkürzungsverzeichnis)
Anhang 12.3.2: Originaldaten TonoVet® Messungen
130
0284864
0284920
0283439
0288505
0289824
0283820
0290136
0290137
0280396
0288509
0263409
0259075
0281725
0292421
0289723
0292422
0259581
0259580
0293145
0276093
0293146
0293147
0293387
0293384
0293385
0294397
0294398
0294399
0259583
Tnr.
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
8
7
7
7
6
4
6
5
5
7
6
5
7
4
7
6
7
6
4
6
6
6
6
6
7
7
5
7
5
9
7
8
6
6
4
6
6
6
6
5
8
6
4
6
5
7
5
4
6
7
6
7
7
7
7
6
7
6
8
6
8
7
6
4
5
6
7
7
7
6
8
4
8
5
6
6
4
7
7
6
6
6
7
7
6
7
6
5,60
6,67
7,67
6,67
6,00
4,00
5,67
5,67
6,00
6,67
6,00
6,33
7,00
4,00
7,00
5,33
6,67
5,67
4,00
6,33
6,67
6,00
6,33
6,33
7,00
7,00
5,67
7,00
5,66
7
7
6
7
8
5
4
6
4
6
6
6
6
6
6
4
6
6
6
6
7
6
6
6
7
8
7
6
6
7
7
6
6
8
5
5
6
6
7
7
6
7
5
6
6
6
6
6
6
7
6
6
7
8
7
8
6
6
8
7
7
6
7
5
4
5
6
7
7
5
8
5
6
5
6
6
5
6
7
6
6
6
7
8
7
7
6
5,60
7,00
6,33
6,33
7,67
5,00
4,33
5,67
5,33
6,67
6,67
5,67
7,00
5,33
6,00
5,00
6,00
6,00
5,67
6,00
7,00
6,00
6,00
6,33
7,33
7,67
7,33
6,33
6,00
9
9
8
6
8
5
7
7
8
9
8
6
8
5
5
6
5
7
6
7
6
6
6
7
7
7
8
7
6
7
8
9
6
8
6
6
7
9
9
8
6
7
6
6
7
5
7
6
7
7
6
7
6
7
7
8
7
7
8
7
7
7
8
5
7
6
8
9
8
6
8
6
5
6
6
6
6
7
6
6
6
7
7
7
8
7
7
5,60
8,00
8,00
6,33
8,00
5,33
6,67
6,67
8,33
9,00
8,00
6,00
7,67
5,67
5,33
6,33
5,33
6,67
6,00
7,00
6,33
6,00
6,33
6,67
7,00
7,00
8,00
7,00
6,66
7
7
8
8
8
5
8
5
7
8
7
6
10
6
6
6
5
6
6
7
6
7
6
6
7
9
8
7
7
7
8
9
6
8
6
7
6
7
9
7
5
9
7
7
7
5
6
6
7
6
7
7
6
8
8
8
8
6
9
11
8
6
8
7
8
5
8
7
8
6
11
8
7
6
6
7
6
6
6
6
6
5
7
8
8
7
6
5,60
8,67
8,33
6,67
8,00
6,00
7,67
5,33
7,33
8,00
7,33
5,67
10,00
7,00
6,67
6,33
5,33
6,33
6,00
6,67
6,00
6,67
6,33
5,67
7,33
8,33
8,00
7,33
6,33
Lfd. Nr OS LA1 OS LA2 OS LA3 OS LA Ø OD LA1 OD LA2 OD LA3 OD LA Ø OS kalt1 OS kalt2 OS kalt3 OS kalt Ø OD kalt1 OD kalt2 OD kalt3 OD kalt Ø
Anhang
(LA= unter Lokalanästhesie, Zahlen= 1./2./3. Messung, kalt= Messung bei 22° Umgebungstemperatur (Klimaschrank))
Anhang 12.3.3: Originaldaten TonoVet® Messungen
0264695
0265781
0295083
0277660
0277661
0281894
0259190
0259608
0259607
0278642
0278175
0265034
0265033
0282021
0296275
0292709
0292707
0292708
0296715
0296716
0296996
0292428
0259252
0259251
0265880
0265879
0260866
0260585
0295482
0297754
0297753
Tnr.
30
31
32
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
Lfd. Nr
6
6
6
6
6
9
7
7
5
7
5
8
6
7
5
5
6
6
7
7
7
7
7
7
8
6
7
7
6
6
5
7
7
6
6
6
8
7
6
4
7
5
8
7
7
7
4
6
7
7
7
8
7
7
7
8
6
7
6
7
6
6
6
6
6
6
6
9
6
7
5
7
5
8
7
6
6
6
6
6
7
7
8
8
7
7
8
6
7
6
6
6
5
6,33
6,33
6
6
6
8,66
6,66
6,66
4,66
7
5
8
6,66
6,66
6
5
6
6,33
7
7
7,66
7,33
7
7
8
6
7
6,33
6,33
6
5,33
7
7
6
6
6
7
6
6
7
7
6
8
7
6
7
4
6
6
7
7
6
7
7
7
7
6
6
7
6
6
6
7
7
7
6
6
7
7
5
7
7
6
8
8
7
8
5
7
6
7
7
7
7
7
7
6
6
6
7
7
7
6
6
6
6
6
6
7
7
6
8
7
6
7
7
6
7
6
6
6
6
6
6
7
7
7
7
7
7
6
7
6
6
6,67
6,66
6,33
6
6
7
6,66
5,66
7,33
7
6
7,66
7,33
6,33
7,33
5
6,33
6
6,66
6,66
6,33
7
7
7
6,66
6,33
6,33
6,66
6,66
6,33
6
7
7
6
6
3
7
4
6
5
5
6
6
7
6
6
6
6
6
5
6
7
8
7
7
6
6
6
6
5
6
6
6
6
5
6
4
8
5
6
6
6
5
8
7
6
6
7
7
6
5
7
7
8
6
7
7
6
7
7
5
6
6
6
6
6
6
4
8
4
6
5
6
6
8
7
6
6
7
7
7
5
7
7
9
7
7
7
6
7
7
4
6
6
6,33
6,33
5,66
6
3,66
7,66
4,33
6
5,33
5,66
5,66
7,33
7
6
6,66
6,66
6,66
6,33
5
6,66
7
8,33
6,66
7
6,66
6
6,66
6,66
4,66
6
6
OS Mo1 OS Mo2 OsMo3 OS Mo Ø OD Mo1 OD MO2 OD Mo3 OD Mo Ø OS Mi1 OS Mi2 OS Mi3 OS Mi Ø
Anhang
Anhang 12.3.4: Originaldaten TonoVet® Messungen
(Mo= morgens, Mi= mittags, Ab= ab ends, Zahlen= 1./2./3. Messung, restliche Abkürzungen s. Abkürzungsverzeichnis)
131
0264695
0265781
0295083
0277660
0277661
0281894
0259190
0259608
0259607
0278642
0278175
0265034
0265033
0282021
0296275
0292709
0292707
0292708
0296715
0296716
0296996
0292428
0259252
0259251
0265880
0265879
0260866
0260585
0295482
0297754
0297753
Tnr.
30
31
32
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
7
7
6
5
5
6
5
6
6
7
6
8
6
7
7
5
7
6
5
7
7
8
6
6
6
4
7
6
5
6
7
6
6
6
6
5
6
5
6
6
7
5
8
6
5
7
6
7
6
6
6
7
7
6
6
6
6
7
6
6
6
7
7
7
6
6
6
6
5
6
6
7
6
8
7
6
6
5
8
6
5
6
8
6
7
6
6
6
7
6
5
6
6
6,66
6,66
6
5,66
5,33
6
5
6
6
7
5,66
8
6,33
6
6,66
5,33
7,33
6
5,33
6,33
7,33
7
6,33
6
6
5,33
7
6
5,33
6
6,66
Lfd. Nr OD Mi1 OD Mi2 OD Mi3 OD Mi Ø
7
7
6
6
6
7
6
7
6
7
4
7
6
5
5
4
7
6
6
6
7
7
5
6
6
6
6
6
6
6
7
7
7
7
5
6
6
6
6
6
6
5
7
6
5
7
5
8
6
6
6
7
7
5
6
8
6
7
7
6
6
7
7
7
6
4
6
7
6
7
7
7
4
8
7
4
6
6
7
6
6
7
7
7
5
6
8
6
7
7
6
7
6
7
7
6,33
5
6
6,66
6
6,66
6,33
6,66
4,33
7,33
6,33
4,66
6
5
7,33
6
6
6,33
7
7
5
6
7,33
6
6,66
6,66
6
6,33
6,66
7
7
6
7
6
8
7
6
6
6
3
8
7
5
5
5
7
7
5
7
8
7
4
6
8
5
6
7
5
6
6
7
7
6
6
5
7
6
6
6
7
3
8
6
5
6
6
8
6
6
7
8
8
5
6
9
6
6
7
6
6
7
OS Ab1 OS Ab2 OS Ab3 OS Ab Ø OD Ab1 OD Ab2
7
7
7
6
6
8
6
5
6
6
4
8
7
5
6
6
8
7
6
7
8
7
5
6
8
5
6
7
6
6
7
OD Ab3
7,00
7,00
6,33
6,33
5,67
7,67
6,33
5,67
6,00
6,33
3,33
8,00
6,67
5,00
5,67
5,67
7,67
6,67
5,67
7,00
8,00
7,33
4,67
6,00
8,33
5,33
6,00
7,00
5,67
6,00
6,67
OD Ab Ø
Anhang
Anhang 12.3.5: Originaldaten TonoVet® Messungen
(Mi= mittags, Ab= ab ends, Zahlen= 1./2./3. Messung, restliche Abkürzungen s. Abkürzungsverzeichnis)
132
0264695
0265781
0295083
0277660
0277661
0281894
0259190
0259608
0259607
0278642
0278175
0265034
0265033
0282021
0296275
0292709
0292707
0292708
0296715
0296716
0296996
0292428
0259252
0259251
0265880
0265879
0260866
0260585
0295482
0297754
0297753
Tnr.
30
31
32
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
6
6
6
6
6
8
7
6
6
7
5
8
6
5
8
5
7
7
7
6
6
8
5
7
7
7
6
7
6
7
5
5
5
6
6
5
7
6
5
6
7
5
8
7
5
7
5
7
7
7
6
7
8
5
6
7
5
6
8
5
6
7
7
7
6
7
7
7
7
5
5
7
5
8
7
5
9
5
7
8
7
6
7
7
4
7
7
6
6
7
6
6
6
6,00
6,00
6,00
6,33
6,00
7,33
6,67
5,33
5,67
7,00
5,00
8,00
6,67
5,00
8,00
5,00
7,00
7,33
7,00
6,00
6,67
7,67
4,67
6,67
7,00
6,00
6,00
7,33
5,67
6,33
6,00
7
7
7
7
5
7
5
6
6
7
6
8
6
5
8
5
7
7
5
6
6
7
5
6
6
5
6
6
6
7
7
7
7
6
8
5
7
6
6
6
7
6
9
6
4
6
6
7
6
5
7
7
7
6
7
6
5
7
6
5
7
6
7
7
7
6
6
7
7
6
6
7
6
8
7
5
5
5
7
6
5
6
7
8
5
7
6
7
7
6
6
7
5
7,00
7,00
6,67
7,00
5,33
7,00
6,00
6,00
6,00
7,00
6,00
8,33
6,33
4,67
6,33
5,33
7,00
6,33
5,00
6,33
6,67
7,33
5,33
6,67
6,00
5,67
6,67
6,00
5,67
7,00
6,00
7
6
6
6
6
8
6
5
6
7
6
7
6
6
7
6
7
6
5
7
7
7
8
7
8
6
6
6
4
6
6
7
6
6
6
6
7
6
6
6
8
4
8
7
7
7
6
6
6
6
7
7
6
7
8
9
6
6
6
4
6
5
7
6
7
6
6
7
6
5
6
8
6
8
7
6
8
6
6
7
6
8
7
7
7
7
9
7
6
6
4
6
6
7,00
6,00
6,33
6,00
6,00
7,33
6,00
5,33
6,00
7,67
5,33
7,67
6,67
6,33
7,33
6,00
6,33
6,33
5,67
7,33
7,00
6,67
7,33
7,33
8,67
6,33
6,00
6,00
4,00
6,00
5,67
7
6
7
6
5
7
4
6
7
8
6
7
7
6
7
6
7
6
4
6
8
6
6
6
6
6
6
6
7
6
6
7
7
7
7
6
8
6
6
5
6
6
6
7
7
7
6
7
6
5
6
7
5
7
6
7
6
7
6
6
6
6
7
8
6
5
5
8
6
7
7
8
6
7
7
6
7
5
7
6
7
6
7
7
7
7
6
6
6
6
6
6
5
7,00
7,00
6,67
6,00
5,33
7,67
5,33
6,33
6,33
7,33
6,00
6,67
7,00
6,33
7,00
5,67
7,00
6,00
5,33
6,00
7,33
6,00
6,67
6,33
6,33
6,00
6,33
6,00
6,33
6,00
5,67
Lfd. Nr OS LA1 OS LA2 OS LA3 OS LA Ø OD LA1 OD LA2 OD LA3 OD LA Ø OS kalt1 OS kalt2 OS kalt3 OS kalt Ø OD kalt1 OD kalt2 OD kalt3 OD kalt Ø
Anhang
(LA= unter Lokalanästhesie, Zahlen= 1./2./3. Messung, kalt= Messung bei 22° Umgebungstemperatur (Klimaschrank))
Anhang 12.3.6: Originaldaten TonoVet® Messungen
133
Tnr.
0284864
0284920
0283439
0288505
0289824
0283820
0290136
0290137
0280396
0288509
0263409
0259075
0281725
0292421
0289723
0292422
0259581
0259580
0293145
0276093
0293146
0293147
0293387
0293384
0293385
0294397
0294398
0294399
0259583
Lfd. Nr Art
1
1
2
1
3
1
4
1
5
2
6
1
7
1
8
1
9
1
10
1
11
1
12
1
13
1
14
1
15
1
16
1
17
1
18
1
19
1
20
1
21
1
22
1
23
1
24
1
25
1
26
2
27
2
28
2
29
1
Alter exakt [Mon] Geschlecht S-S Schwanz KGW Ophthalmologische Befunde Lidspalte [mm] BF
9
2
32
2
0,224
obB
4,02
1
9
2
33
1
0,186
obB
3,33
6
2
32
1
0,173
obB
4,04
7
4
1
23
1
0,062
obB
1,99
2
84
1
21
1
0,062
Unterlider ggr. hängend
4,00
5
1
37
1
0,267
obB
5,05
13
2
42
1
0,182
obB
6,97
2
1
44
1
0,385
Unterlid ggr. hängend
6,88
3
14
1
34
1
0,173
obB
6,98
10
3
1
22
1
0,068
obB
3,02
4
60
1
42
1
0,258
Unterlider ggr. hängend
7,02
4
60
1
41
1
0,292
Unterlider ggr. hängend
7,89
2
108
1
44
1
0,288
obB
8,00
4
2
45
1
0,253 auffällige Pigmentierung Unterlid
6,87
5
9
1
36
1
0,129
Lider prominent (Farbzucht)
4,02
6
1
48
1
0,378
Unterlider ggr. hängend
6,07
5
48
1
46
1
0,482
Unterlider ggr. hängend
8,88
4
72
1
45
1
0,334
Unterlider ggr. hängend
5,89
4
48
1
45
1
0,350
Unterlider ggr. hängend
6,83
0
24
1
35
1
0,130
obB
5,07
5
48
2
34
1
0,171
Lider prominent (Farbzucht)
6,47
2
24
2
34
1
0,351 Kleine Zubildung Unterlid einseitig
5,28
6
1
32
2
0,199
obB
5,09
2
1
35
1
0,265
obB
7,98
3
2
34
1
0,124
Häutungsreste Lider
7,58
2
36
2
22
1
0,072
Unterlider ggr. hängend
3,99
3
84
2
23
1
0,083
obB
5,33
3
108
1
19,5
2
0,050
Häutungsreste Lider
5,14
5
84
2
47
1
0,482
Unterlider ggr. hängend
7,99
8
Irisfarbe
hellbraun-beige
hellbraun-beige
hellbraun-beige
bernsteinfarben
hellbraun-beige
rotbraun
okkerfarben
hellbraun-beige
rotbraun
lehmfarben-gräulich
hellbraun-beige
hellbraun-beige
hellbraun-beige
okkerfarben
dunkelbraun
okkerfarben
hellbraun-beige
hellbraun-beige
bernsteinfarben
okkerfarben
dunkelbraun
hellrosa-beige
hellgrau
hellgrau
dunkelbraun
hellrosa-gräulich
hellgrau
hellbeige- gräulich
hellbraun-beige
Anhang
(Art= Pogona vitticeps (1), Pogona henrylawsonii (2); Geschlecht= männlich (1), weiblich (2); S-S = Schnauzen-Schwanzlänge [cm];
Schwanz= vollständig (1)/ unvollständig (2); KGW= Körpergewicht [kg]; BF= Blinzelfrequenz/ 5 Min)
Anhang 12.3.7: Tierdaten und Befunde der Augenuntersuchung
134
Tnr.
0264695
0265781
0295083
0277660
0277661
0281894
0259190
0259608
0259607
0278642
0278175
0265034
0265033
0282021
0296275
0292709
0292707
0292708
0296715
0296716
0296996
0292428
0259252
0259251
0265880
0265879
0260866
0260585
0295482
0297754
Lfd. Nr Art
30
1
31
1
32
1
34
1
35
1
36
1
37
1
38
1
39
1
40
1
41
1
42
1
43
1
44
1
45
1
46
1
47
1
48
1
49
1
50
1
51
1
52
1
53
1
54
1
55
1
56
1
57
1
58
1
59
1
60
1
Alter exakt [Mon] Geschlecht S-S Schwanz KGW Ophthalmologische Befunde
Lidspalte [mm] BF
36
2
36
1
0.304
obB
5,00
6
24
1
40
2
0,328 Unterlider ggr. hängend, Farbzucht
6,12
4
24
2
34
1
0,196
Lider prominent (Farbzucht)
5,03
4
2
31
2
0,137
obB
5,08
1
1
42
1
0,309
Unterlider ggr. hängend
6,06
3
36
1
44
1
0,294
Unterlider ggr. hängend
5,69
1
60
2
43
2
0,347
Unterlider ggr. hängend
5,89
4
36
1
31
2
0,274
Unterlider ggr. hängend
7,02
0
36
1
36
2
0,300
obB
6,32
2
1
42
1
0,237
obB
6,01
1
4
35
2
0,180
Häutungsreste Unterlid
5,89
1
2
43
1
0,268
obB
6,06
3
36
1
40
2
0,267
Unterlider ggr. hängend
5,71
1
132
1
38
2
0,332
Unterlider ggr. hängend
6,16
6
1
43
1
0,265
Häutungsreste Unterlid
5,71
2
60
1
33
2
0,237 Substanzverlust Unterlid einseitig
4,81
1
48
2
31
1
0,182
Unterlider ggr. hängend
5,08
2
60
2
39
1
0,258
obB
5,49
1
60
2
43
1
0,362
Unterlider ggr. hängend
5,55
2
2
42
1
0,235
Fremdkörper (Sand) Unterlid
5,00
3
12
2
39
1
0,26
obB
5,88
4
12
1
44
1
0,37
Unterlider ggr. hängend
5,39
4
60
2
44
1
0,413
Unterlider ggr. hängend
6,07
2
60
1
40
2
0,472
Unterlider ggr. hängend
4,76
2
132
2
46
1
0,343
Unterlider ggr. hängend
6,08
2
132
2
44
1
0,339
Unterlider ggr. hängend
5,34
4
96
2
43
1
0,293
obB
5,93
3
72
1
29
2
0,334
obB
5,04
2
96
2
42
1
0,293
Unterlider ggr. hängend
5,83
2
96
2
42
1
0,336 Unterlider ggr. hängend, Farbzucht
6,98
4
Irisfarbe
hellrosa-gräulich
hellrosa-beige
hellrosa-gräulich
hellbeige-gold
hellbraun-beige
hellrosa-beige
hellbraun-beige
hellbraun-beige
lehmfarben-gräulich
dunkelbraun
hellbeige-gold
okkerfarben
hellbeige-gräulich
okkerfarben
hellbraun-beige
dunkelbraun
okkerfarben
hellbraun-beige
hellbraun-beige
hellbraun-beige
hellbraun-beige
hellbraun-beige
rotbraun
okkerfarben
dunkelbraun
hellgrau
bernsteinfarben
rotbraun
rotbraun
hellrosa-gräulich
Anhang
(Art= Pogona vitticeps (1), Pogona henrylawsonii (2); Geschlecht= männlich (1), weiblich (2), weiblich kastriert (4); S-S = SchnauzenSchwanzlänge [cm]; Schwanz= vollständig (1)/ unvollständig (2); KGW= Körpergewicht [kg]; BF= Blinzelfrequenz/ 5 Min)
Anhang 12.3.8: Tierdaten und Befunde der Augenuntersuchung
135
Anhang
Anhang 12.3.9: Originaldaten der Tränenproduktionsmessung
(Angabe jeweils in [mm]; Abkürzungen s. Abkürzungsverzeichnis)
Tnr.
Lfd. Nr
PRT OS
PRT OD
PRT OU
EAPP OS
EAPP OD
EAPP OU
0284864
0284920
0283439
0288505
0289824
0283820
0290136
0290137
0280396
0288509
0263409
0259075
0281725
0292421
0289723
0292422
0259581
0259580
0293145
0276093
0293146
0293147
0293387
0293384
0293385
0294397
0294398
0294399
0259583
0264695
0265781
0295083
0277660
0277661
0281894
0259190
0259608
0259607
0278642
0278175
0265034
0265033
0282021
0296275
0292709
0292707
0292708
0296715
0296716
0296996
0292428
0259252
0259251
0265880
0265879
0260866
0260585
0295482
0297754
0297753
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
5,05
5,12
3,66
7,09
10
14,56
14,98
12,98
10,05
4,96
4,03
2,98
9,11
5,89
17,07
10,53
12,02
15
5,01
4,58
3,32
8,10
7,95
15,82
12,76
12,50
12,53
6,99
9,03
11,59
11,95
19,85
19,02
12,99
20,01
11,98
9
7,74
6,05
10,48
16,79
12,19
6,03
7,69
6,88
5,41
4,99
12,36
12
3,58
10,1
5,12
11,56
6,41
7,25
11,42
12,58
9,15
5,02
11,08
12,12
8,65
8,01
12,12
17,07
19,05
18,29
13,07
15,03
13,13
8,54
8,06
8,33
13,04
20,02
9,09
5,74
5,89
10,71
6,85
5,05
19,07
5,47
3,12
8,45
14,16
5,77
7,45
4,98
6,23
4,52
5,14
8,97
10,45
9,03
13,34
13,98
10,01
13,91
8,99
7,87
17,03
5,61
10,28
9,49
10,57
4,71
5,71
8,89
9,14
13,97
7,82
8,52
11,86
14,51
19,45
18,66
13,03
17,52
12,56
8,77
7,90
7,19
11,76
18,41
10,64
5,89
6,79
8,80
6,13
5,02
15,72
8,74
3,35
9,28
9,64
8,67
6,93
6,12
8,83
8,55
7,15
7,00
10,77
10,58
4,04
4,12
4,26
4,89
9,13
7,66
6,12
4,96
4,12
2,06
3,99
4,99
4,25
4,11
5,89
4,05
2,99
5,78
6,11
5,88
8,23
5,44
4,55
4,12
5,47
2,99
3,68
3,45
3,26
5,47
4,06
3,69
3,25
6,48
5,47
4,69
7,23
7,14
6,20
5,20
4,19
3,56
5,78
5,04
5,89
9,85
5,87
6,03
6,02
7,15
5,05
5,78
4,12
2,12
3,87
5,05
11,03
4,05
8,14
4,09
6,45
2,98
4,12
4,16
6,98
2,04
3,02
4,56
6,11
3,96
3,64
4,15
4,12
4,89
3,02
4,97
6,99
5,07
5,46
7,58
7,41
5,59
5,37
4,12
2,09
3,93
5,02
7,64
4,08
7,02
4,07
4,72
4,38
5,12
5,02
7,61
3,74
3,79
4,34
5,79
3,48
3,66
3,80
3,69
5,18
3,54
3,69
3,19
5,73
5,30
5,16
6,68
5,71
5,21
4,37
4,82
3,76
6,17
4,13
13,55
10,01
9,80
9,55
8,31
13,11
5,95
10,62
8,50
12,08
5,30
6,07
12,46
6,86
12,45
5,32
3,00
3,84
5,16
3,69
4,88
4,35
4,65
4,68
4,26
3,39
2,89
7,69
3,92
4,00
13,12
10,01
5,69
10,1
8,74
9,19
6,29
10,96
7,51
13,58
5,88
6,42
16,02
4,57
10,92
136
3,12
4,98
5,12
5,63
6,12
4,28
4,22
3,54
5,44
3,96
6,56
3,22
6,62
3,94
4,59
1,92
4,95
3,56
6,07
3,23
6,82
2,5
3,71
2,87
3,96
8,29
3,12
6,63
4,63
3,80
2,88
5,06
3,63
5,48
3,79
5,74
3,59
3,99
3,13
3,43
7,99
3,52
5,32
TNr.
268913
285877
285185
268521
259582
292421
292732
295428
262674
296931
297191
Art Enukleation p.m. Kannulation TVOS5 TVOS10 TVOS15 TVOS20 TVOS25 TVOS30 TVOS35 TV OS 40 TVOS45
P.v.
transskleral
P.v.
3h
transskleral 3 3 3 4 5 5 6 6 7 8 9 8 10 10 11 12 13 13 13 13 13 14 14 14 17 17 17
P.v.
2h
transskleral 2 3 2 6 5 6 8 8 11 10 10 10 11 12 10 11 14 10 11 13 14 14 13 15 17 14 15
P.v.
3h
transskleral 3 3 3 3 3 3 4 5 5 10 8 9 11 10 11 15 14 14 18 18 17 19 20 20 21 22 22
P.v.
2h
transskleral 3 3 3 5 5 4 6 6 5 10 10 10 10 10 10 13 14 12 13 14 13 18 18 16 18 18 16
P.v.
2h
transskleral 3 3 3 6 5 5 6 6 7 8 9 9 12 12 12 13 13 12 14 14 15 16 15 16 18 19 19
P.v.
1h
transskleral 3 3 3 5 5 5 8 7 8 10 9 9 11 12 12 15 13 13 15 16 17 19 20 19 20 21 20
P.v.
3h
transskleral 3 3 3 5 6 5 7 6 7 7 8 9 10 9 8 12 11 12 13 13 14 15 15 15 16 17 17
P.v.
3h
transskleral 3 3 3 5 4 5 8 7 7 9 9 9 11 12 12 13 13 14 15 16 15 16 17 16 19 19 20
P.v.
1h
transskleral 3 3 3 5 5 4 6 6 7 12 12 13 9 8 9 12 11 12 14 13 14 16 15 15 16 17 17
P.v.
3h
transskleral 3 3 3 5 6 5 7 7 6 9 9 8 10 9 11 12 13 12 15 15 15 17 16 16 18 19 18
17 19 19
16 16 15
25 24 24
19 19 19
21 21 21
23 22 23
18 18 17
20 20 21
19 19 20
21 20 20
19 19 20
18 17 16
24 23 23
23 22 22
22 22 23
25 26 24
19 20 19
22 21 22
21 20 20
21 21 22
21 22 22
21 20 20
25 26 27
25 26 26
23 25 25
26 27 28
20 22 21
23 23 23
22 22 23
22 23 24
TVOS50 TVOS55 TVOS60
Anhang
(TV= TonoVet, OS= linkes Auge, OD= rechtes Auge, 1…60 = jeweilige Messtufe; je 3 Wiederholungsmessungen/ Druckstufe)
Anhang 12.3.10: Originaldaten Manometrie
137
TNr. Art Enukleation p.m. Kannulation TVOD5 TVOD10 TVOD15 TVOD20 TVOD25 TVOD30 TVOD35 TVOD40 TVOD45 TVOD50
268913 P.v.
1h
transskleral 4 3 3 5 4 7 4 5 5 9 9 9 8 9 8 13 10 13 13 14 13 15 16 15 17 17 17 18 17 18
285877 P.v.
3h
transskleral 3 3 3 6 5 6 7 7 7 7 9 9 10 11 10 13 12 12 14 14 13 15 15 15 17 17 17 18 18 18
285185 P.v.
2h
transskleral 3 2 2 4 5 5 8 8 9 10 10 10 12 12 11 14 14 13 16 17 16 17 16 17 19 20 20 18 17 18
268521 P.v.
3h
transskleral 3 3 3 4 4 5 5 6 7 10 8 9 10 10 12 14 10 11 17 17 16 18 17 14 20 18 19 19 20 20
259582 P.v.
2h
transskleral 3 3 3 4 5 3 6 5 5 10 10 10 12 11 10 13 13 11 15 14 15 19 19 18 18 17 18 19 20 20
292421 P.v.
2h
transskleral 4 3 3 5 5 5 6 6 6 8 9 9 12 11 11 13 13 11 14 14 14 16 16 16 19 19 18 21 20 21
292732 P.v.
1h
transskleral 3 3 3 5 5 6 8 7 7 10 9 9 12 12 12 14 14 13 17 16 15 18 18 18 20 20 19 23 22 22
295428 P.v.
3h
transskleral 3 4 4 5 5 5 6 7 6 7 8 9 10 10 10 11 11 11 13 13 14 15 15 15 16 17 17 18 18 18
262674 P.v.
3h
transskleral 3 3 3 4 4 5 7 7 8 9 9 9 12 11 12 13 13 14 13 15 13 17 17 16 20 20 20 21 22 20
296931 P.v.
1h
transskleral 3 3 3 4 4 5 6 7 6 12 12 13 9 10 11 12 12 13 14 14 14 16 14 15 15 17 18 19 17 19
297191 P.v.
3h
transskleral 3 3 3 5 6 5 7 7 7 9 9 8 10 11 10 13 12 13 14 14 14 17 16 16 15 16 16 19 19 19
TVOD55 TVOD60
17 19 20 22 20 20
18 19 20 21 21 22
21 22 21 24 22 22
21 20 20 27 26 23
21 22 21 22 23 24
21 22 22 23 24 25
25 24 25 25 26 27
19 20 19 21 21 20
22 22 22 23 24 23
20 20 20 22 23 22
21 21 20 22 21 23
Anhang
(TV= TonoVet, OS= linkes Auge, OD= rechtes Auge, 1…60 = jeweilige Messtufe; je 3 Wiederholungsmessungen/ Druckstufe)
Anhang 12.3.11: Originaldaten Manometrie
138
Anhang
Anhang 12.4: Originalprotokoll Augenuntersuchung
Tiernummer:
Datum, Uhrzeit:
Temperatur:
Untersucher:
Alter:
Geschlecht:
Irisfarbe:
Gewicht:
Augenvorerkrankungen: ja nein
Visusbeurteilung in Ruhe: nimmt an Umwelt teil nimmt nicht an Umwelt teil nicht beurteilbar
Reaktion auf taktile Reize: vorhanden nicht vorhanden verzögert nicht beurteilbar
Reaktion auf rasche Annäherung: vorhanden nicht vorhanden verzögert nicht beurteilbar
Fokussierung von Beute:
vorhanden nicht vorhanden verzögert nicht beurteilbar
Kopfhaltung:
unauffällig Auffälligkeiten:
Drohreaktion:
Lidreflex:
OD positiv negativ OS positiv negativ
OD positiv negativ OS positiv negativ
Pupillarreflex:
direkt OD < 3 Sek. > 3 Sek. - OS < 3 Sek. > 3 Sek. -
ZONE Quick:
OD:
mm
OS:
mm nicht durchführbar keine Anfärbung
Augen geschlossen Augen offen normales Blinzeln Blepharospasmus
OD
Konjunktiven:
Bulbus:
OS
3. Augenlid:
3. Augenlid:
obB
Auffälligkeiten:
obB
Auffälligkeiten:
……………………………
……………………………
……………………
……………………
………………
obB
Exophthalmus
Enophthalmus
Buphthalmus
Vd. Retrobulb. Prozeß
IOD: s. extra Blatt
obB
Exophthalmus
Enophthalmus
Buphthalmus
Vd. retrobulb. Prozeß
IOD: s. extra Blatt
Kornea/ VAK:
Fluoreszin:
pos. neg.
Fluoreszin:
pos. neg.
Linse/ Pupille:
Veränderungen:
Veränderungen:
………………....
………………....
…………………
…………………
139
…………………
…………………
Danksagung
Danksagung
Mein erster Dank gilt Prof. Fehr für die Überlassung des interessanten Themas, die
allzeit zügigen und konstruktiven Korrekturen der Dissertation und der Publikation
und vor allem für die Wertschätzung, die er mir in den Jahren an der Klinik
entgegengebracht hat.
Als nächstes möchte ich Dr. Karina Mathes und Dr. Julia Strüve für die vielen
Korrekturen danken, die im Rahmen der Dissertation angefallen sind. Dir, liebe Julia,
möchte ich außerdem dafür danken, dass ich begleitend zu meiner Doktorarbeit sehr
viel Praktisches und Theoretisches in der Ophthalmologie lernen durfte.
Herrn Prof. Boevé danke ich herzlich für die Überarbeitung meines Manuskriptes,
das im Rahmen dieser Arbeit entstanden ist, sowie für seine konstruktiven
Vorschläge.
Ein großer Dank geht auch an Frau Rogoschik und das restliche Team des NABU´s
sowie Herrn Brandes mit Team vom Wildtier- und Artenschutz Sachsenhagen, die
mir bereitwillig und unkompliziert Bartagamen zur Verfügung gestellt haben. Ebenso
danke ich allen Patientenbesitzern, deren Tiere ich für meine Versuche verwenden
durfte- ohne diese Bereitschaft wäre die Studie nicht möglich gewesen. Ein weiteres
Dankeschön an das Team aus dem Labor der Kleintierklinik für die Auswertung
unzähliger Blutproben. Und Danke auch an Marko Dubicanac, der sich mit mir in die
Manometrie eingelesen und- gearbeitet hat und mich bei den anfänglichen
Manometrieversuchen begleitete.
Ein ganz ganz großes Dankeschön geht an das ganze Team der HRZWV inklusive
der lieben Bremser (für unzählige Male Bartagamen Festhalten zur
Abendessenszeit), allen Kollegen (für das Pflegen eingestellter Tiere am
Wochenende und das „Beschaffen“ von Augen für die Manometrie) und Tierpfleger
(für das Pflegen und Füttern meiner Dissertationstiere)- ohne Euch wäre so vieles
nicht gegangen!! Vielen Dank auch an meine Reptilienkollegen Maximiliane Laß,
Pascale Günther, Matthias Lebens, Maria Assmann und Eva Heidegger für die
Annahme von Dissertationstieren, Blutentnahmen, Röntgen und Entlassen von
Probanden, wenn ich nicht da sein konnte, und vor allem für die nette und lustige
Zusammenarbeit. Ihr habt mir immer den Rücken freigehalten, wenn es sein musste!
Den „Mädchen“ Maike Prütz, Julika Darmstadt, Judith Meyer, Katharina Heissl und
Maximiliane Laß danke ich für die wöchentlichen Treffen mit minderwertigem TVProgramm und Sekt, und dafür, dass ihr meine chaotische und naive Art tatsächlich
so lange ertragen habt. Ich habe auch dank Euch die Zeit der Doktorarbeit nie
wirklich als Last empfunden und sehr viel Freude außerhalb der Klinik gehabt. Ein
extra Dank geht an Sassi, die jederzeit aufmunternde Worte und auch Getränke
140
Danksagung
parat hatte- Du bist und bleibst meine beste Mitbewohnerin und Freundin hier in
Hannover.
Ein ganz großes Dankeschön geht an meine beiden Männer in Hannover- an Dich,
Klaas, dafür dass du immer entspannt und positiv geblieben bist, wenn ich mal
wieder Schwarz gemalt habe, Deine Hilfe bei der Statistik und dafür, dass Du mir
immer den Rücken freigehalten hast. Danke an Mucki für stundenlanges Warten und
Aufpassen- Ihr seid mein Zuhause in Hannover!
Der größte Dank geht aber an meine gesamte Familie inkl. aller „Anhänge“ und
meine Freunde in Würzburg für die Unterstützung bei dieser Arbeit. Ganz besonders
möchte ich mich dafür bedanken, dass ihr mich mit offensichtlicher Freude von so
vielen Seiten noch Jahre nach dem Studium finanziell unterstützt habt. Ohne die
unzähligen Obuli hätte ich mich nie so intensiv auf diese Doktorarbeit konzentrieren
können.
141