und Pyrrolidin-Aminosäuren - Ruhr

α - und γ -Peptide aus synthetischen
Cyclohexan- und Pyrrolidin-Aminosäuren
Den naturwissenschaftlichen Fakultäten
der Ruhr-Universität Bochum
zur Erlangung des Doktorgrades
(Dr. rer. nat.)
vorgelegt von
Maria Wortmann
aus Warendorf
Als Dissertation genehmigt
von den Naturwissenschaftlichen Fakultäten der
Ruhr-Universität-Bochum
Tag der mündlichen Prüfung:
27. Juni 2000
Vorsitzender des Prüfungsausschusses:
Prof. Dr. Ch. Wöll
Erstberichterstatter:
Prof. Dr. M. Feigel
Zweitberichterstatter:
Prof. Dr. D. Hasselmann
Drittprüfer:
Prof. Dr. B. Hovemann
Die vorliegende Arbeit entstand in der Zeit von Juli 1996 bis Februar 2000 an der Fakultät für
Chemie / AG Naturstoffchemie der Ruhr-Universität Bochum.
Mein Dank gilt......
.... Herrn Prof. Dr. Martin Feigel für die Überlassung des Promotionsthemas und seine stete
Bereitschaft zur Diskussion synthetischer und spektroskopischer Probleme, die zur Entstehung dieser
Arbeit entscheidend beigetragen hat.
.... der Stiftung der DFG, Herrn Prof. Dr. W. S. Sheldrick, Herrn Prof. Dr. W. Sander und Herrn
Prof. Dr. G. M. Schneider für die finanzielle und materielle Unterstützung.
.... den Arbeitskollegen: Dipl.-Chem. Carsten Berghaus, Dr. Bernhard Engels, Dipl.-Chem. Sabine
Felsch, Dipl.-Ing. Kurt Hobert, Sandra Janiak, Manuela Kopaschek, Dipl.-Chem. Dipl.-Biol.
Andreas Kyas, Dipl.-Chem. Rüdiger Ladberg, Dipl.-Chem. Heinz Mehlmann, Dipl.-Chem. Andrey
Olschewski, Dipl.-Chem. Daniel Olschewski, Dipl.-Chem. Magnus Ott, Dr. Andreas Rybka und
meiner "Boxkollegin" Dipl.-Chem. Kerstin Floeder für das angenehme, freundschaftliche
Arbeitsklima und vielfältige Diskussionen, die das Entstehen dieser Arbeit nachhaltig gefördert haben.
.... Herrn Prof. Dr. F.-G. Klärner, Herrn Prof. Dr. F. Bandermann und den Mitarbeitern der
Universität Essen für die Bereitstellung der Apparaturen und Betreuung während der
Autoklavenversuche.
.... Herrn Martin Gartmann, Gregor Barchan und Dr. B. Engels für die Messung zahlreicher NMRSpektren, sowie allen nicht namentlich genannten Mitarbeitern der Fakultät Chemie, des
Chemikalienlagers, den Serviceabteilungen und Werkstätten für ihre unerschöpfliche Hilfsbereitschaft
bei der Lösung diverser Probleme.
.... im besonderen Maße Tiger für seine uneingeschränkte Unterstützung, ohne die diese Arbeit nicht
hätte entstehen können.
Meinen Eltern
INHALTSVERZEICHNIS
I
1. EINLEITUNG..................................................................................................................... 1
1.1 Allgemeiner Teil...............................................................................................................1
1.2 Peptide, Proteine, DNA und PNA......................................................................................1
1.3 Aufgabenstellung und Ziele ...............................................................................................3
2. SYNTHETISCHER TEIL ................................................................................................. 5
2.1 α-Amide des Pyrrolidin-Systems .......................................................................................5
2.2 γ-Amide .........................................................................................................................10
2.2.1
Pyrrolidin-System .............................................................................................10
2.2.2
Cyclohexansystem.............................................................................................16
2.2.2.1
Darstellung der Monomeren.........................................................................16
2.2.2.2
Oligomere ..................................................................................................29
3. KONFORMATIONSANALYSEN AUSGEWÄHLTER SYSTEME.......................... 31
3.1 Cis-trans-Rotamere des Pyrrolidins ..................................................................................32
3.2 Struktureffekte verschiedener Cyclohexanderivate ............................................................38
4. EXPERIMENTELLER TEIL......................................................................................... 49
4.1 Allgemeines ...................................................................................................................49
4.1.1
Bemerkungen....................................................................................................49
4.1.2
Abkürzungen ....................................................................................................50
4.2 Allgemeine Arbeitsvorschriften (AAV)............................................................................52
4.2.1
Katalytische Hydrierung....................................................................................52
4.2.1.1
Niederdruck-Hydrierung (Druck < 100 bar) ..................................................52
4.2.1.2
Hochdruck-Hydrierung (Druck > 200 bar) ....................................................52
4.2.2
Ester einer Hydroxycarbonsäure.........................................................................52
4.2.3
Ester und/oder Ether einer Hydroxycarbonsäure..................................................53
4.2.4
Reduktion von Azidverbindungen mit Iodtrimethylsilan ......................................53
4.2.5
Ester als C-terminal geschützte Verbindungen.....................................................54
4.2.5.1
Einführung der Methyl-Gruppe ....................................................................54
4.2.5.2
Einführung der Ethyl-Gruppe .......................................................................54
4.2.5.3
Abspaltung der Alkylgruppe durch alkalische Verseifung ..............................54
4.2.6
N-terminal geschützte Verbindungen..................................................................55
4.2.6.1
Einführung der Boc-Schutzgruppe................................................................55
4.2.6.2
Abspaltung der Boc-Schutzgruppe................................................................55
4.2.6.2.1
Abspaltung mit TFA ..........................................................................55
4.2.6.2.2
Abspaltung mit Dioxan/HCl ...............................................................55
INHALTSVERZEICHNIS
4.2.6.3
4.2.7
II
Einführung der Fmoc-Schutzgruppe .............................................................55
Kopplungsreaktionen.........................................................................................56
4.2.7.1
Kopplung mit DEPC...................................................................................56
4.2.7.2
Kopplung mit DCC .....................................................................................56
4.2.7.3
Kopplung mit CAEE ...................................................................................57
4.2.7.4
Kopplung mit EDC .....................................................................................57
4.2.7.5
Kopplung mit T3P.......................................................................................57
4.2.8
Festphasenreaktionen.........................................................................................58
4.2.8.1
Abspaltung der Fmoc-Schutzgruppe .............................................................58
4.2.8.2
Kopplung mit PyBOP................................................................................58
4.2.8.3
Abspaltung vom Harz..................................................................................58
4.3 Synthesen.......................................................................................................................59
4.3.1
Synthesen zur 1,2 Verknüpfung des Pyrrolidins...................................................59
4.3.1.1
(2S,4R)-4-Hydroxypyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (2) ..........................59
4.3.1.2
(2S,4R)-4-Methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylestser (3) .............59
4.3.1.3
(2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (4) ................................60
4.3.1.4
(2S,4R)-4-Methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (5)................................60
4.3.1.4.1
aus der Hydroxycarbonsäure (4) .........................................................60
4.3.1.4.2
aus dem Hydroxycarbonsäuremethylester (3) ......................................61
4.3.1.5
Darstellungsversuch von (2S,4R)-4-Methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure
mit DMS ....................................................................................................61
4.3.1.6
(2S,4R)-4-Methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (6) ..............62
4.3.1.7
(2S,4R)-4-Methoxypyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (7)..........................62
4.3.1.7.1
aus dem Methylester (6).....................................................................62
4.3.1.7.2
aus der Säure (5) ...............................................................................62
4.3.1.8
(2S,4R)-4-Methoxy-1-((2S,4R)-4-methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonyl)pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (8).......................................................63
4.3.1.9
(2S,4R)-4-Methoxy-1-((2S,4R)-4-methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonyl)pyrrolidin-2-carbonsäure (9) ........................................................................63
4.3.1.10
(2S,4R)-4-Methoxy-1-((2S,4R)-4-methoxy-pyrrolidin-2-carbonyl)-pyrrolidin-2carbonsäuremethylester (10) ........................................................................64
4.3.1.11
(2S,4R)-4-Methoxy-1-[(2S,4R)-4-Methoxy-1-((2S,4R)-4-methoxy-1-Bocpyrrolidin-2-carbonyl)-pyrrolidin-2-carbonyl]-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (11)..........................................................................................64
4.3.1.12
(2S,4R)-4-Methoxy-1-{(2S,4R)-4-Methoxy-1-[(2S,4R)-4-Methoxy-1-((2S,4R)4-methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonyl)-pyrrolidin-2-carbonyl]-pyrrolidin-2carbonyl}-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (12) .....................................65
INHALTSVERZEICHNIS
III
4.3.1.13
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (15) ...........................66
4.3.1.14
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (16)..........66
4.3.1.15
(2S,4R)-4-Benzyloxypyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (17) .....................67
4.3.1.15.1
aus der Säure (15)..............................................................................67
4.3.1.15.2
aus dem Ester (16) .............................................................................67
4.3.1.16
(2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäurebenzylester (13) .............67
4.3.1.17
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäurebenzylester (14) .........68
4.3.1.18
Darstellungsversuch von (2S,4R)-4-Benzyloxy-1-((2S,4R)-4-benzyloxypyrrolidin-2-carbonyl)-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester ..........................69
4.3.1.18.1
Mit DEPC.........................................................................................69
4.3.1.18.2
Mit CAEE.........................................................................................69
4.3.1.18.3
Mit EDC ...........................................................................................69
4.3.1.18.4
Mit T3P ............................................................................................69
4.3.1.19
Darstellungsversuch von (2S,4R)-4-Benyzloxy-1-((2S,4R)-4-methoxypyrrolidin-2-carbonyl)-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester ..........................70
4.3.1.20
Darstellungsversuch von (2S,4R)-4-Cholesteryloxy-1-Boc-pyrrolidin2-carbonsäure .............................................................................................70
4.3.2
Synthesen zur 2,4 Verknüpfung des Pyrrolidins...................................................71
4.3.2.1
(2S,4R)-4-(p-Tolylsulfonyloxy)-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethyl
ester (18)....................................................................................................71
4.3.2.2
(2S,4S)-4-Azido-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (19) .................71
4.3.2.2.1
Aus dem Tosylat (18) ........................................................................71
4.3.2.2.2
Aus der Hydroxyverbindung (3) .........................................................72
4.3.2.2.2.1 Mit Natriumazid .....................................................................72
4.3.2.2.2.2 Mit Lithiumazid......................................................................72
4.3.2.3
(2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (20).............................72
4.3.2.4
Darstellungsversuch von (2S,4S)-4-Azido-1-benzoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester .........................................................................................73
4.3.2.4.1
Mit Benzoylchlorid ............................................................................73
4.3.2.4.2
Mit Benzoesäure................................................................................73
4.3.2.5
Darstellungsversuch von (2S,4S)-4-Azido-1-(pyridin-3-carbonyl)-pyrrolidin2-carbonsäuremethylester ............................................................................74
4.3.2.5.1
Mit DCC...........................................................................................74
4.3.2.5.2
Mit CAEE.........................................................................................74
4.3.2.5.3
Mit EDC ...........................................................................................74
4.3.2.5.4
Mit DEPC.........................................................................................74
4.3.2.6
(2S,4S)-4-Azido-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (21a).........75
INHALTSVERZEICHNIS
4.3.2.7
IV
(2S,4S)-4-Azido-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (21b)..................................................................................................75
4.3.2.8
(2S,4S)-4-Azido-1-phenylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (21c) ..................................................................................................76
4.3.2.9
(2S,4S)-4-Azido-1-adamantylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (21d)..................................................................................................76
4.3.2.10
(2S,4S)-4-Amino-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (22a) .......77
4.3.2.11
(2S,4S)-4-Amino-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (22b)..................................................................................................78
4.3.2.12
(2S,4S)-4-Amino-1-phenylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (22c)..78
4.3.2.13
(2S,4S)-4-Azido-1-adamantylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (22d)..................................................................................................79
4.3.2.14
(2S,4S)-4-Amino-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (23a) ........................79
4.3.2.15
(2S,4S)-4-Amino-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (23b)...............80
4.3.2.16
(2S,4S)-4-Amino-1-phenylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (23c)...................80
4.3.2.17
(2S,4S)-4-Amino-1-adamantylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (23d) .............80
4.3.2.18
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (24a) .............81
4.3.2.19
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (24b).....81
4.3.2.20
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-phenylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (24c)........82
4.3.2.21
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-adamantylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (24d) ..82
4.3.2.22
Festphasenreaktionen...................................................................................83
4.3.2.22.1
{4-[(4-Amino-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonyl)-amino]- 1oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonyl}-Gly-OH (25) ....................................83
4.3.2.22.2
{4-[(4-Amino-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonyl)-amino]-1lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonyl}-Gly-OH (26) ............................83
4.3.3
Cyclohexanderivate aus Cyclohexen...................................................................84
4.3.3.1
Cyclohex-3-en-carbonsäureethylester (28)....................................................84
4.3.3.2
5-Bromocyclohex-3-en-carbonsäureethylester (29) .......................................84
4.3.3.3
cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-carbonsäureethylester (30) ..........................85
4.3.3.4
Darstellungsversuch von cis-3-Phthalimido-5-hydroxy-cyclohexancarbonsäureethylester ............................................................................................86
4.3.3.5
Darstellungsversuch von 5-Phthalimido-7-oxa-bicyclo[4.1.0]heptan-3-carbonsäureethylester ............................................................................................86
4.3.3.5.1
Mit m-Chlorperbenzoesäure ...............................................................86
4.3.3.5.2
Mit Peressigsäure ..............................................................................86
4.3.3.6
Darstellungsversuch von 3-Bromo-5-phthalimido-cyclohexancarbonsäureethylester (31).............................................................................................87
INHALTSVERZEICHNIS
V
4.3.3.6.1
Mit essigsaurer HBr-Lösung und AIBN ..............................................87
4.3.3.6.2
Mit wäßriger HBr-Lösung..................................................................87
4.3.3.6.3
Mit essigsaurer HBr-Lösung...............................................................87
4.3.3.6.4
Mit essigsaurer HBr-Lösung in Tetrachlorkohlenstoff ..........................88
4.3.3.6.5
Mit wäßriger HBr-Lösung und Natriumbromid ....................................88
4.3.3.7
3-Phthalimido-4,5-dibromo-cyclohexancarbonsäureethylester (32) ................88
4.3.3.7.1
(±)-1S,3R,4S,5S-3-phthalimido-4,5-dibromo-cyclohexancarbonsäureethylester (32a) .........................................................................89
4.3.3.7.2
(±)-1S,3R,4R,5S-3-phthalimido-4,5-dibromo-cyclohexancarbonsäureethylester (32b) .........................................................................89
4.3.3.8
cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-carbonsäure (33).........................................90
4.3.3.9
cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-carbonsäurementhylester (34)......................90
4.3.3.10
Darstellungsversuch von 3-Bromo-5-phthalimido-cyclohexancarbonsäure......91
4.3.3.11
Darstellungsversuch von cis-5-Phthalimido-7-oxa-bicyclo[4.1.0]heptan-3carbonsäure ................................................................................................91
4.3.3.12
Darstellungsversuch von cis-3-Phthalimido-5-hydroxy-cyclohexancarbonsäure ................................................................................................91
4.3.3.12.1
Mit NaBH4 und Essigsäure in THF.....................................................91
4.3.3.12.2
Mit Diboran in Pyridin .......................................................................92
4.3.3.12.3
Mit Diboran in THF...........................................................................92
4.3.3.13
5-Methoxy-cyclohex-3-en-carbonsäureethylester (35) ...................................92
4.3.3.14
3-Methoxy-4-Cyclohexencarbonsäuremethylester (36)..................................93
4.3.3.15
3,4-Bromo-5-methoxy-cyclohexancarbonsäuremethylester (37).....................93
4.3.3.16
Cyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (38).................................................94
4.3.3.17
5-Bromocyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (39).....................................94
4.3.3.18
Darstellungsversuch von 5-Bromo-7-oxa-bicyclo[4.1.0]heptan-3-carbonsäuremethylester.................................................................................................95
4.3.3.19
Darstellungsversuch von 3-Bromo-5-hydroxy-cyclohexancarbonsäure
methylester.................................................................................................95
4.3.3.19.1
Mit NaBH4 und Essigsäure in THF.....................................................95
4.3.3.19.2
Mit Diboran in Pyridin .......................................................................95
4.3.3.20
5-Azidocyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (40)......................................96
4.3.3.21
5-Aminocyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (41).....................................96
4.3.3.22
5-(Boc-amino)-cyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (42)...........................96
4.3.3.23
Darstellungsversuch von 3-(Boc-amino)-5-hydroxy-cyclohexancarbonsäuremethylester.................................................................................................97
INHALTSVERZEICHNIS
4.3.3.24
VI
Darstellungsversuch von 5-(Boc-amino)-7-oxa-bicyclo[4.1.0]heptan-3-carbonsäuremethylester .........................................................................................97
4.3.4
Cyclohexanderivate aus Aromaten.....................................................................98
4.3.4.1
Darstellungsversuch von 4-Amino-2-hydroxy-cyclohexancarbonsäure ...........98
4.3.4.2
Darstellungsversuch von 5-Amino-2-hydroxy-cyclohexancarbonsäure ...........98
4.3.4.3
5-Amino-phthalsäuremonomethylester (47)..................................................99
4.3.4.4
3-Methoxy-5-nitrobenzoesäure (49) ........................................................... 100
4.3.4.5
3-Amino-5-methoxy-benzoesäure (50) ....................................................... 100
4.3.4.6
Darstellungsversuch von 3-Amino-5-methoxy-cyclohexancarbonsäure......... 101
4.3.4.7
3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (51) ......................................... 101
4.3.4.8
3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (52)................................. 102
4.3.4.9
3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäuremethylester (53) ........................ 102
4.3.4.10
3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (54) ........................... 103
4.3.4.11
3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55)................... 103
4.3.4.11.1
(±)-1S,3S,4R-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55a)....................................................................................... 104
4.3.4.11.2
(±)-1S,3S,4S-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55b) ...................................................................................... 104
4.3.4.11.3
(±)-1S,3R,4R-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55c)....................................................................................... 105
4.3.4.12
(±)-1S,3S,4R-3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (56a)..... 105
4.3.4.13
(±)-1S,3S,4R-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (57a) .......... 106
4.3.4.14
(±)-1S,3S,4R-3-[((±)-1S,3S,4R-3-Boc-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)amino]-4-methyl-cyclohexancarbonsäure-ethylester (58a) ........................... 106
4.3.4.15
(±)-1S,3S,4R-3-[((±)-1S,3S,4R-3-Boc-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)amino]-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (59a)........................................... 107
4.3.4.16
(±)-1S,3S,4R-3-[((±)-1S,3S,4R-3-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)amino]-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (60a) ............................ 107
4.3.4.17
(±)-1S,3S,4R-3-({(±)-1S,3S,4R-3-[((±)-1S,3S,4R-3-Boc-amino-4-methylcyclohexancarbonyl)-amino]-4-methyl-cyclohexan-carbonyl}-amino)-4methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (61a) ........................................... 108
4.3.4.18
(±)-1S,3S,4R-3-{[(±)-1S,3S,4R-3-({(±)-1S,3S,4R-3-[((±)-1S,3S,4R-3-Bocamino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)-amino]-4-methyl-cyclohexancarbonyl}amino)-4-methyl-cyclohexancarbonyl]-amino}-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (62a) ................................................................................. 108
4.3.4.19
(±)-1S,3S,4S-3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (56b)..... 109
INHALTSVERZEICHNIS
VII
4.3.4.20
(±)-1S,3S,4S-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (57b)........... 109
4.3.4.21
(±)-1S,3S,4S-3-[((±)-1S,3S,4S-3-Boc-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)amino]-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (58b) ............................ 110
4.3.4.22
(±)-1S,3S,4S-3-[((±)-1S,3S,4S-3-Boc-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)amino]-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (59b) .......................................... 110
4.3.4.23
(±)-1S,3S,4S-3-[((±)-1S,3S,4S-3-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)-amino]4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (60b)........................................ 111
4.3.4.24
(±)-1S,3S,4S-3-({(±)-1S,3S,4S-3-[((±)-1S,3S,4S-3-Boc-amino-4-methylcyclohexancarbonyl)-amino]-4-methyl-cyclohexancarbonyl}-amino)-4methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (61b)........................................... 111
4.3.4.25
(±)-1S,3S,4S-3-{[(±)-1S,3S,4S-3-({(±)-1S,3S,4S-3-[((±)-1S,3S,4S-3-Bocamino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)-amino]- 4-methyl-cyclohexancarbonyl}amino)-4-methyl-cyclohexancarbonyl]-amino}-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (62b)................................................................................. 112
5. ZUSAMMENFASSUNG UND AUSBLICK .......................................................................113
6. LITERATURVERZEICHNIS ...........................................................................................119
Einleitung
1
Einleitung
1.1
Allgemeiner Teil
1
Naturstoffe zeichnen sich durch eine sehr große strukturelle Variationsbreite aus und besitzen
vielfältige Wirkungen. Die Strukturen zahlreicher Naturstoffe dienen als Leitstrukturen bei
der Konzeption synthetischer Wirkstoffe.
Den Peptiden und Proteinen kommt neben Polysacchariden, Lipiden und Nucleinsäuren dabei
eine besondere Bedeutung zu. Schon lange fanden die Strukturen von Peptiden und Proteinen
aus natürlichen Aminosäuren das Interesse der Chemiker [1]. In den letzten Jahren wurden
natürlich vorkommende Peptide mit hoher biologischer Aktivität in diversen Bereichen wie
beispielsweise als Antibiotika, Hormone, Neurotransmitter und Neuromodulatoren, oder als
Bestandteil bei der zellulären Immunantwort isoliert. Um als Mediatoren wirken zu können
sind spezifische Rezeptoren erforderlich.
Für die physiologische Wirkung der Peptide ist neben Konfiguration und Konformation die
molekulare Dynamik von Bedeutung.
Synthetische Peptide werden mehr und mehr als potentielle pharmazeutische Substanzen
erkannt, wobei neben der gezielten Entwicklung und Synthese immer mehr die
kombinatorische Synthese von Peptid-Bibliotheken [2, 3] in den Vordergrund rückt. Dabei
werden neben klassischen Reaktionen vermehrt Festphasensynthesen (Merrifield-Technik)
eingesetzt.
1.2
Peptide, Proteine, DNA und PNA
Peptide entstehen als Kondensationsprodukt der natürlichen Aminosäuren unter Ausbildung
der Peptidbindung. Die Aufeinanderfolge der einzelnen Aminosäuren bestimmen die
Primärstruktur, die durch Sequenzanalyse bestimmt werden kann.
H
O
N
H
H
O
N
N
R1
Abbildung 1-1
R2
O
R4
N
R3
H
O
Polypeptidkette mit unterschiedlichen Seitenketten R1 – R4
Einleitung
2
Wasserstoff-Brückenbindungen zwischen den Atomen des Peptid-Rückgrats sind für die
Ausbildung der Sekundärstruktur verantwortlich. Es handelt sich dabei um regelmäßige
Faltungsmuster wie beispielsweise parallele oder antiparallele β-Faltblätter oder die
schraubenförmige, rechtsgewundene α-Helix.
Die Bildung von β-Faltblättern bei der Protein Faltung [4] wird oft durch β- und γ-Schleifen
induziert, die eine wichtige Rolle bei der biochemischen Molekularerkennung einnehmen. Es
sind eine Vielzahl peptidischer oder nicht-peptidischer β-turn Mimetica [5] bekannt. Als
wichtige Bausteine zählen dazu die im allgemeinen eher selten auftretenden Aminosäuren
Prolin und Hydroxyprolin.
In diesem Zusammenhang ist natives Kollagen [6] eine interessante Substanz. Sie zeichnet
sich durch einen hohen Gehalt an Prolin und Hydroxyprolin von etwa 20 % bei allen Säugern
aus, bildet aber eine Tripelhelix, die durch sterische Faktoren und durch intercatenare
Wasserstoffbindungen stabilisiert wird.
Unter der Tertiärstruktur versteht man die jeweilige räumliche Anordnung der Peptid-Kette
sowie der Aminosäure-Seitenreste, die durch Disulfid-Brücken, durch WasserstoffBrückenbindungen, durch ionische und durch hydrophobe Wechselwirkungen, meist
zwischen Aminosäure-Seitenketten stabilisiert wird. So können in der Sequenz voneinander
entfernte Bereiche einer Polypeptidkette miteinander verbunden werden. Liegen mehrere
Polypeptidketten vor, die untereinander nicht durch Peptid-Bindungen, sondern durch
intermolekular
wirkende
Kräfte
zusammengehalten
werden,
so
spricht
man
von
Quartärstruktur. Dabei können sich Konformationsänderungen eines Bereiches den übrigen
mitteilen und auch bei diesen zu Veränderungen führen, wie es bei der physiologischen
Wirkungsweise des Hämoglobins der Fall ist.
Neben Peptiden bilden auch Nucleinsäuren helikale Strukturen aus. Watson und Crick [7]
waren in der Lage die DNA-Helix zu beschreiben. Die α-Helix besteht aus einem ZuckerPhosphat-Rückgrat, mit nur vier verschiedenen Seitenketten. Letztere werden als Nucleobasen
bezeichnet und markieren durch ihre Anordnung innerhalb der Sequenz den genetischen
Code.
Oligonucleotide sind wichtig für die Regulation der genetischen Expression durch Bindung an
DNA oder mRNA. Das Antisense-Prinzip [8] ermöglicht die Proteinsynthese auf dem Niveau
der Nucleinsäuren zu kontrollieren. Aufgrund der Instabilität der Oligonucleotide gegenüber
Nucleasen sind synthetische Analoga, die unter physiologischen Bedingungen stabil sind, von
großem pharmazeutischem Interesse. Sie werden als "peptide nucleic acid", PNA [9],
Einleitung
3
bezeichnet. Das Zucker-Phosphat-Rückgrat wird durch Peptidketten ersetzt [10], wodurch die
Fähigkeit an komplementär DNA zu binden nicht verloren geht.
O
B
B
O
O
O P
O O
O
N
R
N
H
n
DNA
B
O
O
N
R
N
n
n
in der Beweglichkeit
eingeschränkte PNA
Abbildung 1-2
H
flexible PNA
Vergleich der DNA- und PNA-Strukturelemente; B: Nuleobasen,
R: Seitenketten der Aminosäuren
1.3
Aufgabenstellung und Ziele
Den in Peptiden und Proteinen auftretenden α-Helices liegen natürliche α-Aminosäuren
zugrunde. Aufgrund von intramolekularer Wechselwirkung und Dynamik resultieren
entsprechende Strukturverbände.
Ziel dieser Arbeit soll es sein, auf Basis von Pyrrolidin- und Cyclohexansystemen
funktionalisierte α- und γ-Aminosäuren zu synthetisieren. Durch die Starrheit der
Ringsysteme
wird
erwartet,
daß
diese
nicht
natürlichen
Oligomere
neuartige
Sekundärstrukturen ausbilden.
O
NH2
R
H
Abbildung 1-3
N
R
N
COOH
COOH
COOH
O
R
NH2
Cyclische Pseudoaminosäuren mit unterschiedlichen Fragmenten R
Einleitung
4
Die Pseudoaminosäuren sollen zusätzlich eine weitere Gruppe (R in obiger Skizze) erhalten,
um durch deren räumliche Ausdehnung oder Polarität die Funktion der Oligomeren als
potentielle Rezeptoren oder auch Substrate modulieren zu können. Die cyclischen Monomere
zeichnen sich durch einen festgelegten Abstand der chiralen Zentren aus. Durch Bestimmung
der Konformation der synthetisierten Monomere soll eine vordefinierte Struktureinheit erzielt
werden. Im weiteren dienen die strukturell rigiden Monomere als Fragmente zur
Oligomerisierung durch Kondensation auf naßchemischen Wege oder an fester Phase. Drei
Beispiele solcher Strukturen sind unterhalb dargestellt.
O
R
O
N
R
CO
N
C
C
O
O
R
R
C
O
H
O
C N
C
N
O
C N
H
NH
CO
O
N
C
N
R
NH
H
O
R
Abbildung 1-4
Kondensationsprodukte der Pseudoaminosäuren
Durch experimentelle Methoden, insbesondere NMR-Techniken, wird versucht die
Konformationen
der
Oligomeren
in
Lösung
aufzuklären.
Weiterhin
werden
Kraftfeldrechnungen mit Monte-Carlo-Minimierung durchgeführt, um Konformationseigenschaften interpretieren zu können.
Synthetischer Teil
2
Synthetischer Teil
2.1
α -Amide des Pyrrolidin-Systems
Ausgehend
von
natürlich
vorkommendem
5
trans-4-Hydroxy-L-prolin,
[(2S,4R)-4-
Hydroxypyrrolidin-2-carbonsäure], ist durch intermediäre Bildung des Säurechlorides und
Umsetzung mit Methanol der Methylester (2) zugänglich. Hieraus kann mit Di-tertButyldicarbonat die N- und C-terminal geschützte Hydroxypyrrolidincarbonsäure (3)
dargestellt werden.
OH
OH
OH
a
73 %
N
N
COOH
H
b
98 %
COOMe
H
(1)
N
COOMe
Boc
(2)
(3)
a: MeOH, SOCl2 ; b: Boc2 O
Abbildung 2-1
C- und N-terminal geschützte Hydroxypyrrolidincarbonsäure
Die Darstellung der Verbindung (3) ist ebenfalls aus der N-terminal geschützten Verbindung
(4) durch Umsetzung mit der Base Kaliumcarbonat möglich.
OH
(1)
a
96 %
b
83 %
N
(3)
COOH
Boc
c 85 %
(4)
d
67 %
OMe
N
COOH
Boc
(5)
a: Boc 2O; b: CH3 I, K 2 CO3 , DMF; c: CH3 I, NaH, THF;
d: CH3I, NaH, THF
Abbildung 2-2
N-terminal geschützte Methoxypyrrolidincarbonsäure
Synthetischer Teil
6
Die selektive Methylierung der Hydroxysäure ist durch die geringe Basizität der verwendeten
Base bedingt, so daß nur die acidere Säuregruppe methyliert wird.
Wird als Base in der Reaktion Natriumhydrid eingesetzt, so wird ausgehend von (4) oder (3)
in beiden Fällen die Methoxycarbonsäure (5) erhalten.
Während der Reaktionen mit Natriumhydrid dürfte sich auch der Methoxycarbonsäuremethylester bilden. Durch die Base und Wasserspuren im Lösungsmittel THF wird der Ester
intermediär wieder gespalten. Das erhaltene Produkt (5) kann als Säurekomponente in
weiteren Kopplungen eingesetzt werden.
Die Darstellung der kopplungsfähigen Aminkomponente (7) gelingt ausgehend von der
Säure (4). Es erfolgt die Methylierung der beiden Hydroxyfunktionen mit Iodmethan und
Natriumhydrid in DMF zur allseits geschützten Verbindung (6). Die Verwendung des
Lösungsmittels DMF ermöglicht die Erhaltung des Methylesters. Ein weiterer Versuch die
Verbindung (6) mit Dimethylsulfat [11] darzustellen führte zur Zersetzung des Eduktes.
Die freie Aminverbindung (7) wird durch Abspaltung der Boc-Schutzgruppe mit TFA in
Dichlormethan erhalten.
OMe
(4)
a
72 %
OMe
b
100 %
N
COOMe
Boc
(6)
N
COOMe
H
(7)
a: CH3I, NaH, DMF; b: TFA, DCM (1:1)
Abbildung 2-3
C-terminal geschütztes Methoxypyrrolidin (7)
Das Produkt (7) ist ebenfalls durch Methylierung der Säure (5) mit Thionylchlorid und
Methanol möglich. Unter diesen sauren Reaktionsbedingungen ist die Boc-Gruppe nicht mehr
stabil, und wird abgespalten.
Aus den Monomeren (5) und (7) ist durch Kopplung mit DEPC [12] das entsprechende Dimer
(8) zugänglich. Die Ausbeute von 62 % spricht für das verwendete Kopplungsreagenz DEPC,
welches häufig für sterisch anspruchsvolle Systeme verwendet wird. Der Versuch das Dimer
(8) mit CAEE [13] darzustellen gelang nicht. Vielmehr erhielt man in diesem Fall ein
chromatographisch komplexes Produktgemisch.
Nach Abspaltung der Schutzgruppen durch alkalische Verseifung bzw. saure Spaltung mit
TFA kann aus den Dimeren (9) und (10) durch Kopplung mit DEPC ein entsprechendes
Synthetischer Teil
7
Trimer (11) und Tetramer (12) erhalten werden. Die Darstellung des Tetramers (12) kann
auch mit EDC [14] als Kopplungsmediator erzielt werden. Allerdings sinkt die Ausbeute auf
34 % und spricht somit für die Verwendung von DEPC.
(5) + (7)
a 62 %
OMe
OMe
N
OMe
N
Boc
C
C
O
O
8
b
c 100 %
88 %
OMe
OMe
OMe
a
(9)
(10)
a
N
OMe
C
C
O
O
O
(11)
OMe
N
N
C
Boc
58 %
OMe
Boc
N
54 %
OMe
N
OMe
N
OMe
N
C
C
C
C
O
O
O
O
(12)
a: DEPC, DMF, TEA; b: MeOH, KOH; c: TFA, DCM
Abbildung 2-4
Darstellung der Methoxypyrrolidin-Amide
Zur Darstellung analoger Benzyloxy-Monomere wird ebenfalls von den Verbindungen (3)
und (4) ausgegangen. Aus der N-terminal geschützten Säure (4) kann unter Verwendung der
schwachen Base Kaliumcarbonat der entsprechende Benzylester (13) isoliert werden. Durch
weitere Umsetzung in DMF kann die Verbindung (14) erhalten werden.
Der Benzylester wird in abs. THF nicht gespalten; ansonsten erfolgt alkalische
Esterverseifung durch Natriumhydrid und im Lösungsmittel enthaltende Wasserspuren.
Synthetischer Teil
8
OH
a
78 %
(4)
OCH2Ph
b
73 %
N
COOCH2Ph
Boc
N
COOCH2 Ph
Boc
(13)
(14)
a: PhCH2 Br, K 2CO 3 , Aceton/DMF; b: PhCH2 Br, NaH, abs. THF
Abbildung 2-5
Darstellung der Benzyloxypyrrolidinbenzylester (14)
Diese Verbindung eignet sich nicht zur weiteren Darstellung der Monomeren, da eine
selektive Verseifung des Esters mit methanolischer KOH-Lösung nicht zum gewünschten
Produkt, sondern zur Ausgangsverbindung (4) führt. Soll andererseits die Boc-Schutzgruppe
entfernt werden, könnte aufgrund der erforderlichen sauren Reaktionsführung ebenfalls eine
Spaltung des Benzylesters resultieren.
Sinnvoller kann die kopplungsfähige Säurekomponente (15) durch Umsetzung der
Säureverbindung (4) mit Benzylbromid und Natriumhydrid in THF gewonnen werden. Eine
analoge Reaktion in DMF liefert ebenfalls (15) in 56 % Ausbeute. Beide Reaktionen sprechen
dafür, daß der während der Reaktion entstehende Benzylester nicht sehr stabil ist, und durch
Restspuren Wasser des Lösungsmittels und Natriumhydrid bereits wieder verseift wurde.
OCH2 Ph
(4)
a
82 %
b
N
COOH
Boc
OCH2Ph
73 %
(15)
N
OCH2Ph
(3)
c
42 %
COOMe
H
d
(17)
100 %
N
COOMe
Boc
(16)
a: PhCH2Br, NaH, THF; b: MeOH, SOCl2; c: PhCH2Br, NaH, DMF;
d: TFA,DCM
Abbildung 2-6
Darstellung der Benzyloxypyrrolidin-Monomere (15) und (17)
Synthetischer Teil
9
Eine weitere Umsetzung der Verbindung (15) mit Thionylchlorid in Methanol führt allerdings
zu einem Produktgemisch des Methylesters (17), welches chromatographisch aufgearbeitet
werden muß.
Die Verbindung (17) ist ebenfalls durch Veretherung des Methylesters (3) und anschließende
Abspaltung der Boc-Schutzgruppe zugänglich. In diesem Fall führt die Reaktionsführung in
DMF ausgehend vom Methylester (3) zur Erhaltung der Esterfunktion.
Zur Verknüpfung der Monomeren (15) und (17) werden CAEE, DEPC, EDC und T3P
verwendet. In keinem dieser Fälle konnte ein dimeres Produkt isoliert werden.
OCH2 Ph
(15) +
OCH2Ph
(17)
N
N
C
Boc
COOMe
O
OCH2 Ph
(15) +
OMe
(7)
N
Boc
N
C
COOMe
O
Abbildung 2-7
Kondensationsversuche mit (2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2carbonsäure (15)
Auch der Versuch ein gemischtes Dimer aus (15) und (7) mit EDC herzustellen scheiterte.
Möglicherweise wird die Produktbildung sterisch gehindert. Denkbar ist allerdings auch, daß
die verwendete Säurekomponente (15) durch die Kopplungsreagenzien in beiden Fällen nicht
genügend aktiviert werden konnte. Dies könnte sowohl sterische als auch elektronische
Gründe haben wobei derartig weitreichende Wirkungen des Benzylethers doch recht
überraschend sind.
Neben den primären Halogeniden wurde auch das sekundäre Alkylhalogenid, 3β-Chlor-5cholesten, zur Derivatisierung der Hydroxyfunktion an Position 4 eingesetzt. Die Reaktion
wurde mit Natriumhydrid in THF durchgeführt, wobei keine Umsetzung stattfand. Auch ein
achtfacher Überschuß des Reaktanten, Kaliumiodid zum intermediären Halogenaustausch und
Verlängerung der Reaktionsdauer erzielte nicht den gewünschten Erfolg.
Synthetischer Teil
10
H
H
OC27H45
H
Cl
(4)
N
Boc
Abbildung 2-8
COOH
Darstellungsversuch von (2S,4R)-4-Cholesteryloxy-1-Boc-pyrrolidin2-carbonsäure
Die Derivatisierung der Hydroxyfunktion durch Cholesterylchlorid scheint sterisch erheblich
gehindert zu sein. Erfolgt die Einführung der Methylgruppe recht einfach, so verschlechtert
sich die Ausbeute bei Benzyloxypyrrolidin schon merklich. Cholesteryloxypyrrolidin ist auf
diese Weise nicht darstellbar. Eine Lösung könnte die Wahl einer anderen Austrittsgruppe des
Eduktes sein. Denkbar wären hier z. B. Triflat- oder Tosylat-Alkylverbindungen. Aber auch
dadurch kann die sterische Rigidität des Cholesterylsystems nicht aufgehoben werden.
In der Literatur [15] der Prolin-basierenden PNA-Strukturen wird in der Regel an der Position
vier des Pyrrolidinsystems eine Aminofunktion eingeführt, um so weitere Substituenten
amidisch anzuknüpfen. Erst dann erfolgt die weitere Oligomerisierung über die Positionen
eins und zwei, die der natürlichen Verknüpfung des Prolins entspricht.
2.2
γ -Amide
2.2.1
Pyrrolidin-System
Zur Verknüpfung des Pyrrolidin-Grundsystems über die Positionen zwei und vier ist es
erforderlich, einerseits die Hydroxyfunktion des Hydroxypyrrolidins zu aminieren, und
andererseits die Position eins derartig zu derivatisieren, daß sie in den weiteren Reaktionen
stabil ist.
Ausgehend von der Substanz (3) wird zunächst die entsprechende Azidoverbindung (19)
hergestellt. Dabei sind zwei unterschiedliche Wege möglich.
Bekannter ist die Überführung in die entsprechend tosylierte Verbindung (18), die unter
Retention verläuft. Anschließende Azidierung mit Natriumazid führt innerhalb einer SN2Reaktion mit Inversion zum Produkt (19) [16].
Synthetischer Teil
11
N3
a1: 22 %
oder
a2: 67 %
(3)
N3
d
100 %
N
COOMe
Boc
N
COOMe
H
(19)
b
(20)
c 85 %
84 %
OTs
N
COOMe
Boc
(18)
a1: LiN 3, CBr4, PPh3, DMF; a2: NaN 3, CBr4, PPh3, DMF;
b: TsCl, Pyridin; c: NaN 3, DMF; d: TFA, DCM
Abbildung 2-9
Darstellung von (2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (20)
Die Darstellung der Azidoverbindung (19) ist auch auf direktem Wege möglich. Innerhalb
einer
Eintopfsynthese
wird
zunächst
intermediär
die
Halogenverbindung
erzeugt.
Anschließende Umsetzung mit Natrium- oder Lithiumazid führt unter Inversion zum
gewünschten Produkt. Dabei erzielt der Einsatz von Natriumazid eindeutig höhere Ausbeuten.
Die
Ursache
ist
nicht
bekannt,
könnte
allerdings
in
der
günstigeren
Komplexierungseigenschaft des Natriumkations liegen.
Der Mechanismus dieser in der Zuckerchemie zur Darstellung von Halogensacchariden
entwickelten Reaktion [17] ist nicht genau geklärt, basiert aber zunächst auf einen ionisch
ablaufenden Mechanismus [18], bei dem das Intermediat I entsteht.
Ph3 P
XCX3
_
+
Ph3 PX CX3
+
_
Ph3PCX3 X
ROH
CHX3
+
+
_
Ph3P-OR X
I
Abbildung 2-10
Mechanismus der Halogenierung eines Alkohols
Ph3 P=O
+
RX
Synthetischer Teil
12
Der Zerfallsmechanismus des Intermediates I ist nicht genau bekannt. Möglich ist einerseits
der ionische Zerfall A, der unter Inversion zum Halogenid führt.
+
Ph3P-O
X
C
_
Ph3 P-O
X
A
Abbildung 2-11
C
B
Zerfall des Intermediates I: A: ionisch unter Inversion, B:
pericyclisch unter Retention
Andererseits kann auch eine pericyclische σ2s+σ2a Umlagerung [19] B erfolgen. In diesem
Falle resultiert die Produktbildung unter Retention der Stereochemie. In der Literatur [17, 18]
lassen sich für beide Mechanismen Beispiele finden. Dabei wurde noch nicht geklärt, welchen
Einfluß Lösungsmittel und verwendetes Halogenid auf den Zerfall des Intermediates nehmen.
Bei der Darstellung von (19) aus (3) wird die Hydroxygruppe durch Azid unter Inversion
ersetzt. Sollte hier mechanistisch ein Halogenintermediat durchlaufen werden, so ist
wahrscheinlich, daß dieses gemäß Weg B unter Retention aus (3) entsteht.
Nach Abspaltung der Boc-Schutzgruppe bei der Verbindung (19) wird die kopplungsfähige
Aminkomponente (20) erhalten.
Versuche aromatische Carbonsäuren an die Position 1 der Verbindung (20) zu binden
scheiterten. Dabei wurden zur Anknüpfung von Nicotinsäure die Kopplungsreagenzien DCC
[20], CAEE, EDC und DEPC verwendet. All diese Reagenzien aktivieren zunächst innerhalb
der Kopplungsreaktion die Säurefunktion in Form eines aktivierten Esters. Dies scheint bei
einer aromatischen Säure nicht ohne weiteres der Fall zu sein. Nicht auszuschließen ist
ebenfalls ein sterischer oder elektronischer Effekt des aromatischen Systems.
Experimente in denen Benzoesäure oder Benzoylchlorid mit CAEE als Kopplungsmediator
und der Verbindung (20) umgesetzt wurden, hatten nicht das gewünschte Resultat. In diesen
Fällen konnten die Edukte wiedergewonnen werden.
N3
N3
(20)
N
COOMe
C
N
O
Abbildung 2-12
N
COOMe
C
O
Kopplungsversuche mit aromatischen Carbonsäuren
Synthetischer Teil
13
Erfolgreicher verläuft die Derivatisierung mit Alkylsäuren. Dabei werden Lithocholsäure,
Oktansäure, Phenylessigsäure und Adamantylessigsäure verwendet.
OH
H
H
OH
O
O
H
Ok
HO
Lic
O
OH
OH
O
Pha
Ada
Abbildung 2-13
Zur Derivatisierung verwendete Säuren
Als unpolarer langkettiger Rest wird Oktansäure eingesetzt. In diesem Fall sollte keine
sterische Hinderung sowohl bei der Ankopplung, Verbindung (21a), als auch bei den weiteren
Reaktionen auftreten. Die resultierende Amidbindung ist wie gewünscht innerhalb der
nachfolgenden Reaktionen stabil.
Die Lithocholsäure zeichnet sich durch ein großes räumliches Volumen aus, wobei die 3Hydroxyfunktion weitere Funktionalität in das System hineinbringt. Eine Anknüpfung an das
Pyrrolidingerüst wird durch die C4 -Kette der Säure ermöglicht, so daß die Verbindung (21b)
in 82 % Ausbeute bezüglich des Aromaten erhalten wird.
Nach gleicher Art wird als aromatischer Vertreter Phenylessigsäure eingeführt, indem die
Verbindung (21c) resultiert. Dabei dient das Essigsäurederivat als Spacer sowohl in sterischer
als auch in elektronischer Hinsicht.
Die Kopplung mit Adamantylessigsäure als sterisch rigider, unpolarer Substituent hat die
Substanz (21d) zum Resultat. Es wird hier nicht Adamantylcarbonsäure eingesetzt, um
sterische Probleme einzuschränken.
Synthetischer Teil
N3
NH2
NH2
a
R
Ok
Lic
Pha
Ada
c
N
COOMe
NH Fmoc
b
N
R
14
R
N
COOMe
(22)
(a) (99 %)
(b) (79 %)
(c) (61 %)
(d) (98 %)
(21)
(a) (71 %)
(b) (82 %)
(c) (65 %)
(d) (91 %)
N
COOH
R
COOH
R
(24)
(a) (78 %)
(b) (73 %)
(c) (68 %)
(d) (72 %)
(23)
(a) (78 %)
(b) (30 %)
(c) (65 %)
(d) (49 %)
a: ISiMe3, Acetonitril; b: NaOH, MeOH; c: FmocCl, NaHCO3, Dioxan
Abbildung 2-14
Die
Darstellungswege der Pyrrolidin-Monomere (24a)-(24d)
Azidverbindungen
(21)
werden
im
weiteren
mit
Iodtrimethylsilan
zu
den
Aminverbindungen (22) reduziert. Die Reaktion verläuft äußerst schnell, ist optisch durch
entstehendes Iod erkennbar und bereitet keinerlei Probleme bei der Aufarbeitung der
Produkte. Demgegenüber führte die katalytische Reduktion der Verbindung (21d) mit RaneyNickel bei 3 bar Wasserstoffdruck zu keiner Umsetzung. Das Amin (22d) konnte ebenfalls in
einer Reaktion mit Triphenylphosphin erhalten werden, allerdings bereitet die Entfernung des
Triphenylphosphinoxides erhebliche Probleme. Sinnvoller ist in diesem Falle der Einsatz von
Iodtrimethylsilan als Reduktionsmittel.
Die Effizienz der Reduktion wird durch Aufnahme von IR-Spektren belegt. Azidverbindungen weisen bei circa 2100-2110 cm-1 eine starke Bande auf. Die Adsoption ist
signifikant für Azide, da in diesem Bereich weder bei den Edukten noch bei den Produkten
sonstige Peaks zu erkennen sind. Ein Beweis der erfolgreichen Reduktion ist somit das Fehlen
einer starken Adsorption in dem oben angegeben Wellenzahlenbereich.
Die Verbindungen (22) werden weiterhin durch alkalische Verseifung zu den Säuren (23)
umgesetzt. Die geringe Ausbeute des Lithocholanoylderivates (23b) beruht auf der mäßigen
Löslichkeit des Eduktes in dem verwendeten Lösungsmittel. Es resultiert ein ausgesprochen
sirupartiges Öl, welches lediglich an der Oberfläche reagiert. Nicht umgesetztes Edukt kann
nach der Reaktion wiedergewonnen werden.
Die erhaltenen γ-Aminosäuren (23) werden
im
weiteren
durch
Einführung
der
Fmoc-Schutzgruppe [21] N-terminal geschützt, wobei die Verbindungen (24) entstehen. Diese
werden zur nachfolgenden Festphasensynthese verwendet.
Synthetischer Teil
15
Zur Kopplung an fester Phase wird Wang-Harz [22] verwendet, welches mit einer definierten
Belegung mit Fmoc-geschütztem Glycin beladen ist. Die Schutzgruppe des Glycins wird mit
einem Piperidin/DMF Gemisch entfernt.
Im weiteren gelingt die Ankopplung der Monomeren (21a) oder (21b) mit PyBOP. Dabei
werden die Monomeren im dreifachen Überschuß eingesetzt, und die Kopplung ein zweites
mal wiederholt, um Fehlsequenzen zu vermeiden. Die Vollstänigkeit des ersten Kopplungsschrittes kann mit dem Kaiser-Test [23] nachgewiesen werden. Dabei ist der Farbtest sehr
sensitiv für α-Aminosäuren. Eventuell noch nicht abreagiertes Glycin wird also durch eine
starke Blaufärbung angezeigt.
Die Detektion der weiteren Pyrrolidin-Kopplungen ist eher problematisch. Der Kaiser-Test
färbt bei β- oder γ-Aminosäuren nicht an, da ein Streckerabbau, der zur Farbänderung führt,
nicht möglich ist. Ethanolische Ninhydrinlösung [24] färbt gelborange, und ermöglicht von
der Farbe des Harzes keine eindeutige Unterscheidung. Der Versuch der direkten
Massebestimmung an einigen wenigen Harzkügelchen mit Hilfe einer TFA-sauren
Dihydroxybenzoesäurematrix Maldi-Messung den Reaktionsverlauf zu beobachten scheiterte.
Folglich werden die gewünschten Kopplungen durchgeführt, die Substanz vom Harz
abgespalten und analysiert.
1. Kopplung
2. Kopplung
3. Kopplung
Produkt
Harz-Gly
(24a)
(24b)
(24c)
(25)
Harz-Gly
(24b)
(24a)
(24d)
(26)
Tabelle 2-1
Durchgeführte Kopplungsschritte
Die in Abbildung 2-15 dargestellten Amide (25) und (26) werden durch Abspaltung vom Harz
erzielt.
Die
Untersuchung
und
Bestimmung
beruht
im
wesentlichen
auf
der
Massenbestimmung und 1 H-NMR-Analyse. Bei letzterer können in 600 MHz-Spektren
lediglich die an Position eins und zwei eingeführten Substituenten des Pyrrolidinsystems
erkannt werden. Signale der Fmoc-Schutzgruppe sind nicht vorhanden. Weitergehende
strukturelle Aussagen sind nicht möglich, da aufgrund der Pyrrolidin-Rotamere signifikante
Signale in einem stark verbreiterten Bereich erscheinen. Eine Überlagerung mit anderen
Signalen macht detailierte Analysen nicht möglich.
Die Massenbestimmung führt zu dem Ergebnis, daß in beiden Versuchen sowohl die erste als
auch die zweite Kopplung erfolgt ist. Nach Abspaltung der Schutzgruppe konnte allerdings
Synthetischer Teil
16
die dritte Kopplung nicht erreicht werden. Auch in diesen Fällen wurde zweimal mit je drei
Äquivalenten gekoppelt. Denkbar ist sicherlich eine sterische Hinderung der Ankopplung,
zumal nicht bekannt ist, wie die bereits angekoppelten Verbindungen sich in Lösung
verhalten. Möglicherweise neigen sie zu einer für die weitere Ankopplung ungünstigen
Faltung oder Ausrichtung.
OH
H
H
H
C
N
C
N
H2N
O
H
C N
O
H2N
O
O
H
O
C N
C N CH2 COOH
O
N
C N CH2 COOH
N
C
C
H
O
H
O
H
H
H
HO
(25)
Abbildung 2-15
(26)
An fester Phase synthetisierte Amide
Weitere Untersuchungen sind in diesem Bereich sicherlich erforderlich, um zu klären, ob die
räumliche Ausrichtung der bereits am Harz befindlichen Systeme, oder der sterische
Anspruch der zu koppelnden Verbindung für weitere Kopplungen entscheidend sind.
2.2.2
Cyclohexansystem
2.2.2.1
Darstellung der Monomeren
Zur Darstellung von cyclischen γ-Aminosäuren, die eine weitere Funktionalität am Ring
tragen, wird von einer von Allan et. al. [25] entwickelten Synthese des Phthalimidoderivates
(30)
ausgegangen.
Hierbei
kann
aus
der
Cyclohexencarbonsäure
(27)
durch
Synthetischer Teil
17
Standardmethoden der cyclische Ethylester (28) erhalten werden. Mit NBS entsteht in Folge
einer allylischen Bromierung ein diastereomeres Gemisch der Verbindung (29).
COOH
COOEt
COOEt
a
b
100 %
70 %
COOEt
c
75 %
Br
(27)
(28)
PhtN
(29)
(±) (30)
a: EtOH, S OCl2 ; b: NBS, AIBN; c: PhtNK, NMP; d: HCl, Dioxan, H2 O
Abbildung 2-16
Darstellung
von
cis-5-Phthalimido-cyclohex-3-encarbonsäure-
ethylester (30) [25]
Die Substitution der Bromofunktion mittels Phthalimid führt lediglich zum cis-Produkt (30)
mit 75 %iger Ausbeute bezogen auf das cis-Isomer. Der Phthalimidosubstituent bietet den
Vorteil, das es sich hierbei um eine quasi geschützte Aminofunktion handelt. Diese kann
durch alkalische Reaktion gebildet werden.
Ausgehend von der Verbindung (30) soll der dritte Substituent eingeführt werden. Dazu
wurde versucht ein entsprechendes Epoxid darzustellen. Als Reagenzien kamen mChlorperbenzoesäure [26] und in einem weiteren Versuch Peressigsäure zum Einsatz. Es
konnte allerdings kein Produkt isoliert werden. Vielmehr wurden die Edukte wiedergewonnen.
COOEt
COOEt
(±) (30)
PhtN
Abbildung 2-17
PhtN
O
Derivatisierungsversuche
von
OH
cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-
carbonsäureethylester (30) durch Epoxidierung oder Hydroborierung
Ähnlich erfolglos verlief der Versuch der Hydroborierung. In situ erzeugtes Boran war nicht
in der Lage die Doppelbindung zu funktionalisieren. Auch in diesem Fall konnte das Edukt
wieder isoliert werden.
Synthetischer Teil
18
Möglicherweise ist die Phthalimidofunktion in der Lage die Doppelbindung sowohl sterisch,
als auch elektronisch zu deaktivieren. Ein sterischer Effekt des Carbonsäureesters ist ebenfalls
nicht auszuschließen.
Im weiteren sollte geklärt werden, inwieweit die Doppelbindung stabil gegenüber anderen
Additionsreaktionen ist. Zunächst wurde die Addition von Bromwasserstoff untersucht.
Prinzipiell ist die Addition von Bromwasserstoff an ein ungesättigtes System sowohl
radikalisch, elektrophil als auch nucleophil denkbar. Dabei üben die bereits vorhandenen
Substituenten einen Einfluß auf die Doppelbindung aus, der elektronischen oder sterischen
Charakter haben kann. Ein Zusammentreffen beider Effekte ist in keinem Fall ausgeschlossen.
Innerhalb der Versuche wurde Bromwasserstofflösung sowohl in wäßriger, als auch in
essigsaurer Form verwendet. Es konnte jeweils keine Umsetzung beobachtet werden. Auch
der Zusatz von Natriumbromid, um die Reaktion eher ionisch zu beeinflussen, führte nicht
zum Erfolg.
Die saure Reaktionsführung führt nicht zu dem gewünschten gesättigten Systemen, vielmehr
wird von dem Edukt lediglich teilweise der Ethylester abgespalten. Ein Cyclohexanderivat
konnte in keiner Weise nachgewiesen werden.
Ein monobromiertes Produktgemisch (31) wird bei der Umsetzung mit essigsaurer
Bromwasserstofflösung und AIBN erhalten. Die chromatographische Trennung der Produkte
war jedoch mit den gegebenen apparativen Möglichkeiten nicht möglich.
COOEt
COOEt
a
(±) (30)
+
PhtN
+
Br
?
PhtN
Br
(31)
a: HBr/H , CCl4 , AIBN
Abbildung 2-18
Darstellung eines monobromierten Produktgemisches (31)
Ist aus dem Massenspektrum das typische Aufspaltungsmuster einer monobromierten
Verbindung zu erkennen, zeigt das 1 H-NMR-Spektrum (200 MHz, d6 -DMSO) ein Gemisch
aus unterschiedlichen Produkten. Aus der Kernresonanzanalyse kann nicht ausgeschlossen
werden, das noch ein ungesättigtes System vorhanden ist, und eine radikalische Bromierung
an anderer Stelle statt gefunden hat. Dies wird unterstützt durch die weiteren
Synthetischer Teil
19
Darstellungsversuche, die eher auf ionischem Wege zum gewünschten Produkt geführt hätten.
In diesen Fällen wird allerdings immer das Edukt wieder gewonnen.
In Chloroform aufgenommene IR-Spektren des Eduktes und des Produktes geben
diesbezüglich auch keinen weiteren Aufschluß, da der interessante Bereich (1770-1550 cm-1)
einer noch vorhandenen Doppelbindung durch Signale der C-C-Schwingungen der Phthalimidofunktion dominiert werden.
In weiterem Versuch wird neben wäßriger Bromwasserstofflösung auch Brom zugesetzt.
Wiederum findet keine Addition des Bromwasserstoffes statt, sondern Brom wird addiert.
Scheinbar ist die Reaktionsgeschwindigkeit dieser Reaktion erheblich höher. Die erhaltenen
Isomere (32a) und (32b) können chromatographisch getrennt und anschließend analysiert
werden. Weitere Isomere der Reaktion werden als Mischfraktionen isoliert, die eine
eingehende Strukturanalyse nicht ermöglichen.
COOEt
COOEt
a
(±) (30)
+
PhtN
Br
PhtN
Br
Br
Br
(±) (32a)
(±) (32b)
a: HBr, H2 O, Br2 , NaBr
Abbildung 2-19
Darstellung
von
3-Phthalimido-4,5-dibromo-cyclohexancarbon-
säureethylester (32a) und (32b)
Einerseits resultiert das Isomer der syn-Addition, anderseits kann das Isomer einer antiAddition isoliert werden. Der Mechanismus der Reaktion ist nicht genau geklärt. Denkbar ist
allerdings ein elektrophiler Angriff des Broms unter Bildung eines Bromoniumions, und
anschließender Reaktion mit einem Bromanion. Durch Zusatz von Natriumbromid ist die
Konzentration der Bromidionen stark erhöht, und ermöglicht eine schnelle Reaktion mit dem
Bromoniumion. Dies kann zum syn- oder anti-Produkt führen.
Eine weitere Eliminierung von Bromwasserstoff der Verbindungen (32) erscheint nicht
sinnvoll, da auch in diesem Fall der Verlauf der Reaktion nicht kontrollierbar ist. Es ist nicht
bestimmbar, welches Bromatom austreten wird.
Synthetischer Teil
20
Aus dem Ester (30) wird nach säurekatalytischer Esterspaltung das Racemat der Säure (33)
[25] erhalten. Die Racematspaltung des Produktes (33) mit (R)-1-Phenylethylamin [27] führt
aufgrund der alkalischen Reaktionsführung zur Abspaltung der Phthalimidoschutzgruppe.
Weiterhin wird das Cyclohexensystem zerstört, und führt nach Dünnschichtchromatographie
zu einer Vielzahl unterschiedlicher Produkte, die nicht näher charakterisiert wurden.
Aus
der
Umsetzung
des
Racemates
(33)
mit
Menthol
[28]
resultiert
ein
Diastereomerengemisch des Menthylesters (34), der allerdings chromatographisch nicht
aufgetrennt werden konnte. Die Strukturen der beiden Diastereomeren sind relativ
vergleichbar und führen zu ähnlichen Adsorptionseigenschaften.
(±) (30)
a
COOH*PEA
93 %
COOH
COOMen
COOMen
b
+
83 %
PhtN
PhtN
PhtN
(±) (33)
PhtN
(34)
a: HCL, Dioxan, H2 O; b: (-)-Menthol, SOCl2 , Dioxan
Abbildung 2-20
Trennungsversuche des Racemates (33) ; PEA=Phenylethylamin,
Men=Menthol
Der Versuch, das Produktracemat mit L-Ornithin [25] anhand diastereomer Salze zu trennen
führt zu keinem klaren Ergebnis. Das L-Ornithin wurde dabei mit einer Dowexsäule vom
HCl-Salzanteil befreit und in die anionische Form gebracht. Zwar konnte aus wäßriger
Lösung ein Produkt-Ornithinsalz erhalten werden, jedoch resultiert aus der anschließenden
Drehwertmessung kein eindeutiges Ergebnis. Aufgrund der aufgenommenen Werte kann
keine Aussage zur Reinheit des jeweiligen Enantiomeren getroffen werden.
Ausgehend vom Racemat (33) werden verschiedene Versuche unternommen das ungesättigte
System zu derivatisieren. Dabei konnte nach Umsetzung mit m-Chlorperbenzoesäure oder
wäßriger Bromwasserstofflösung lediglich das Edukt wieder gewonnen werden.
Synthetischer Teil
21
COOH
COOH
(±) (33)
PhtN
PhtN
O
OH
COOH
PhtN
Abbildung 2-21
Br
Derivatisierungsversuche
von
cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-
carbonsäure (33) durch Epoxidierung, Hydroborierung oder
Bromwasserstoffaddition
Eine Reaktion fand auch nicht im Zuge einer Hydroborierung statt. Als Reagenzien wurden
Diboranlösungen in Pyridin oder THF verwendet. Auch die in situ Darstellung des Diborans
aus Natriumborhydrid und Essigsäure führte zu keinem Erfolg.
Um Substituenteneffekte der Phthalimidogruppe auszuschließen wird aus dem Bromid (29)
die
entsprechende
Methoxyverbindung
(35)
hergestellt.
Unter
alkalischeren
Reaktionsbedingungen wird der Ethylester abgespalten. Es findet eine Umesterung zum
Methylester (36) statt.
COOEt
a
86 %
MeO
COOMe
COOMe
(29)
b
c
43 %
84 %
MeO
MeO
(35)
(36)
Br2
(37)
a: MeOH, K2CO 3; b: MeOH, Na; c: HBr, Br2, NaBr
Abbildung 2-22
Umsetzungen von 5-Bromocyclohex-3-en-carbonsäureethylester (29)
Synthetischer Teil
22
Die weitere Umsetzung des Methylesters (36) unter Addition von Bromwasserstoff war nicht
erfolgreich. Lediglich bei Zusatz von Brom entsteht ein dibromiertes Isomerengemisch,
dessen Trennung mit den gegebenen apparativen Möglichkeiten nicht möglich war.
Unter der Annahme, daß Additionen an die Doppelbindung der Verbindung (30) sterisch oder
elektronisch durch die Substituenten behindert werden, sollen im weiteren die Substituenten
variiert werden.
Entsprechend des von Allan et al. [25] beschriebenen Syntheseweges des Ethylesters wird der
weniger große Methylester hergestellt, und anschließend allylisch bromiert.
COOH
COOMe
COOMe
a
b
60 %
quant.
Br
(27)
(38)
(39)
a: MeOH, SOCl2; b: NBS, AIBN
Abbildung 2-23
Darstellung von 5-Bromo-cyclohex-3-encarbonsäuremethylester (39)
Der Methylester schirmt die Position 2 für eine allylische Bromierung ab, so daß lediglich ein
Produktgemisch aus cis-trans-Isomeren des 5-Bromocyclohex-3-en-carbonsäuremethylesters
resultiert. Das Verhältnis der Isomere (39) liegt etwa bei 3:2, wobei nicht geklärt werden
konnte welches Isomer überwiegt. Eine chromatographische Trennung war nicht möglich.
Der Versuch aus (39) mit m-Chlorperbenzoesäure ein entsprechendes Epoxidgemisch zu
erhalten war nicht erfolgreich. Das Edukt konnte wieder gewonnen werden. Ebenfalls
erfolglos war das Ziel durch Hydroborierung 3-Bromo-5-hydroxycyclohexancarbonsäuremethylester zu bekommen
COOMe
COOMe
(39)
Br
Abbildung 2-24
O
Br
OH
Derivatisierungsversuche von 5-Bromocyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (39) durch Epoxidierung oder Hydroborierung
Synthetischer Teil
23
Bei der Umsetzung mit Dibroran in Pyridin trat eine Zersetzung des Bromides ein. Das NMRSpektrum zeigt, daß die Doppelbindung des Systems erhalten bleibt. Für das H(3)-Signal
resultiert ein anderes Signal als im Edukt. Möglicherweise tritt durch stark alkalische
Reaktionsbedingungen Substitution gegen eine Hydroxylfunktion ein. Eine Hydroborierung
auf der Stufe des Bromideduktes erscheint aus diesem Grunde nicht sinnvoll.
Im folgenden wird aus (39) das Bromid mittels Natriumazid zum Isomerengemisch (40)
substituiert. Durch Reduktion der Azidoverbindung mit Triphenylphosphin kann ein
entsprechendes Gemisch (41) erhalten werden. Problematisch ist an dieser Stelle die
Entfernung des entspechenden Triphenylphosphinoxides. Allerdings dürfte der Versuch mit
Wasserstoff auf katalytischem Wege ebenfalls die Doppelbindung hydrieren.
COOMe
(39)
a
COOMe
c
b
N3
COOMe
NH2
(40)
BocNH
(41)
(42)
a: NaN 3, DMF; b: PPh3 , NH4OH; c: Boc2O
Abbildung 2-25
Darstellu ng von 5-(Boc-amino)-cyclohex-3-encarbonsäuremethylester (42)
Durch Reaktion mit Di-tert-Butyldicarbonat wird ein Isomerengemisch (42) erhalten, welches
mit m-Chlorperbenzoesäure umgesetzt wird. Das gewünschte Epoxid kann jedoch nicht
erhalten werden.
COOMe
COOMe
(42)
BocNH
Abbildung 2-26
O
BocNH
OH
Derivatisierungsversuche von 5-(Boc-amino)-cyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (42) durch Epoxidierung oder Hydroborierung
Synthetischer Teil
24
Auch die Umsetzung in Form einer Hydroborierung mit Diboran in Pyridin blieb erfolglos.
Zusammenfassend läßt sich sagen, daß der Versuch γ-Aminocyclohexancarbonsäure mit einer
weiteren Funktionalität nicht auf dem Wege des Cyclohexens darstellbar war. Ursachen
liegen sicherlich in der rigiden Doppelbindung, die durch bereits vorhandene Substituenten
sowohl sterisch als auch elektronisch abgeschirmt wird. Neben der Möglichkeit andere
Sustituenten einzuführen, bestehen sicherlich bei der Wahl der verwendeten Reagenzien noch
weitere Möglichkeiten.
Eine andere Möglichkeit Cyclohexansysteme zu erhalten besteht durch katalytische Hydrierverfahren. Können disubstituierte Aromaten noch recht einfach unter Normaldruck aus der
Suspension heraus hydriert werden [29], treten bei trisubstituierten Aromaten doch erhebliche
Probleme auf, die sicherlich auf sterischer Hinderung des Systems basieren.
So konnte 4-Aminosalicylsäure (44) in wäßriger Lösung mit Platin(IV)oxid bei 4 bar
Wasserstoff und Raumtemperatur auch nach fünf Tagen nicht reduziert werden. Das Edukt
wurde wieder erhalten. Vergleichbar war das Ergebnis der Hydrierung von 2-Acetoxy-5amino-benzoesäure (45) . In ethanolischer Lösung bei Raumtemperatur und 4 bar Wasserstoff
konnte nach einem Tag kein Produkt isoliert werden.
COOH
COOH
HO
NH2
(43)
Abbildung 2-27
COOH
HO
CH3 COO
NH2
NH2
(44)
(45)
Zur Hydrierung verwendete Aromaten
Im weiteren wurden unterschiedliche Versuche zur Hydrierung von 5-Aminosalicylsäure (43)
durchgeführt. Variiert wurden Lösungsmittel, Katalysator, Druck, Temperatur und
Reaktionsdauer.
Synthetischer Teil
25
Lösungsmittel
H2 -Druck [bar]
Temperatur [°C]
Katalysator
Dauer [d]
H2 O/EtOH (2/1)
1
23
PtO 2
1d
H2 O/EtOH (2/1)
4
23
PtO 2
1d
MeOH
4
23
Raney-Ni
5d
THF
4
23
Rh(II)OAc2
5d
THF
20
23
Rh/C
1d
THF
60
23
Rh/C
1d
DMF
60
23
Rh/C
1d
H2 O
60
70
PtO 2
1d
H2 O, H+
60
70
PtO 2
7d
EtOH
190
80
Raney-Ni
1d
Tabelle 2-2
An 5-Aminosalic ylsäure (43) durchgeführte Hydrierungen
Einfluß auf die Reaktion nehmen neben dem Edukt auch Lösungsmittel, Druck, Temperatur
und Katalysator [30]. Inwieweit diese Faktoren einen Effekt auf dieses System ausüben, kann
nicht geklärt werden, da keine Reaktion eingetreten ist. Bemerkenswert ist allerdings die
Reaktion mit Rhodium(II)diacetat. Hier konnten chromatographisch Fraktionen isoliert
werden, die zwar eindeutig aromatische Verbindungen enthalten, allerdings nicht dem Edukt
entsprechen. Denkbar ist das Auftreten von Hydrogenolyse wie es auch in der Literatur [31]
z. B. bei p-Methoxyanilin beobachtet wird.
Nach fünf Tagen bei 60 °C, 60 bar Wasserstoff und Rhodium auf Kohle in DMF konnte aus
dem 5-Nitrophthalsäuremonomethylester (46) die entsprechende Aminoverbindung erhalten
werden.
COOH
CH3OOC
NO2
(46)
Abbildung 2-28
COOH
CH3 OOC
NH2
(47)
Darstellung von 5-Aminophthalsäuremonomethylester (47)
Synthetischer Teil
26
Eine Hydrierung des aromatischen Systemes ist allerdings unter diesen Bedingungen nicht
möglich.
Zur Herstellung eines weiteren Aromaten, der 1,3,5-substituiert ist, wird von 3,5-Dinitrobenzoesäure (48) ausgegangen. Die Synthese von Herlt et al. [32] wird allerdings in Form des
Lösungsmittels variiert. Statt des stark carcenogenen HMPT wird Dimethylpropylenharnstoff
(DMPU) als aprotisches Lösungsmittel verwendet. Die recht gute Substituierbarkeit von
HMPT wird auch in der Literatur [33] bestätigt, führt jedoch in diesem Versuch zu einer
erheblichen Einbuße der Ausbeute, die aber mit 53 % durchaus noch akzeptabel ist.
COOH
COOH
a
COOH
COOH
b
53%
NO2
NO2
CH3O
(48)
NO2
CH3 O
(49)
NH2
CH3O
NH2
(50)
a: LiOMe, MeOH, DMPU; b: H2, NaOH, H2O
Abbildung 2-29
Darstellung von 3-Amino-5-methoxy-benzoesäure (50)
Die resultierende 3-Methoxy-5-nitrobenzoesäure (50) wird unter vergleichsweise extremen
Bedingungen hydriert.
Lösungsmittel
H2 -Druck [bar]
Temperatur [°C]
Katalysator
Dauer [d]
H2 O/NaOH (0.5M)
250
150
PtO 2
12d
H2 O/NaOH (0.5M)
250
190
Rh/C
12d
Tabelle 2-3
An 3-Methoxy-5-nitrobenzoesäure (50) durchgeführte Hydrierungen
Es resultiert die entsprechende Aminobenzoesäure (50). Eine weiterreichende Hydrierung
auch des aromatischen Systems gelang unter diesen Bedingungen nicht. Die Wahl des
Katalysators scheint keine effiziente Rolle zu spielen, auch das verhältnismäßig alkalische
Lösungsmittel zeigte keinerlei Wirkung.
Synthetischer Teil
27
Technische Möglichkeiten die Parameter Druck und Temperatur weiterhin zu steigern
bestehen nicht, so daß letztlich eine 3,4-substituierte Benzoesäure untersucht wird. Dieses
System sollte sterisch eine größere Möglichkeit zur Aktivität des Katalysators bieten.
Eine Hydrierung der 4-Methyl-3-nitrobenzoesäure trat nach zehn Tagen in 1 molarer NaOHLösung unter Verwendung des Katalysators Rhodium ein. Bei einem Wasserstoffdruck von
250 bar wurde das Lösungsmittel auf 180 °C erhitzt. Es resultiert das Isomerengemisch (51),
indem sowohl die Nitrofunktion als auch der Aromat hydriert werden konnte.
Eine Trennung der verschiedenen cis-trans-Isomere (51) ist allerdings nicht möglich. Um die
unterschiedliche Adsorption der recht ähnlichen Isomere zu steigern wurden Derivate
hergestellt.
Mit der Standardmethode wird die Aminofunktion mit Boc geschützt, so daß die
Verbindungen (52) erhalten werden. Analysen mittels analytischer HPLC zeigen fünf
verschiedene Produkte. Die Trennung mit einer präparativen Säule führt allerdings zu
Mischfraktionen, die als Isomere (52) identifiziert werden können. Eine genauere
Strukturanalyse ist jedoch nicht möglich.
Aus dem Isomerengemisch (51) ist ein entsprechendes Gemisch des Methylesters (53) und
des Ethylesters (54) zugänglich. Die jeweiligen Gemische können zwar als Substanzgemische
charakterisiert werden, eine Trennung ist allerdings nicht möglich. Die Adsorptionseigenschaften sind nicht hinreichend differierend.
Vielversprechender erscheint die Herstellung des Isomerengemisches (55), in dem die
Säurefunktion als Ethylester und die Aminofunktion Boc-geschützt ist. Die Reinigung und
Trennung der Diastereomeren erfolgt zunächst durch eine Flash-Säule (Hexan/TBME, 3:1)
und anschließend durch HPLC mit dem angegeben Lösungmittel und Detektion mittels
Refraktometer. Neben Mischfraktionen werden die Reinfraktionen lediglich aus den
detektierten Peakspitzen erhalten. Eine Grundlinientrennung ist mit den gegebenen
technischen Voraussetzungen nicht möglich.
Die Trennung größerer Mengen mittels Lobar resultiert zu einer verminderten Trennleistung
und zu vermehrten Mischfraktionen. Im Falle der Lobar wird die Detektion der Isomeren und
deren Reinheit in den Fraktionen mit der analytischen HPLC und Refraktometer
vorgenommen.
Synthetischer Teil
28
Letztlich können drei der vier theoretisch möglichen Diastereomere isoliert und analysiert
werden. Die Ausbeuten sind aufgrund der extremen Mischfraktionen jedoch eher gering und
liegen unterhalb von 10 %.
COOH
NHBoc
(52)
b
C OOH
86 %
COOH
COOEt
d
a
COOEt
e
85%
NO 2
NH2
(51)
c
NH2
(54)
87 %
NHBoc
(55)
(a) (±)1S,3S,4R
(b) (±)1S,3S,4S
(c) (±)1S,3R,4R
COOMe
NH2
(53)
a: H2, Rh/C , NaOH, H2O, 250 bar, 180 °C, 10 d; b: Boc2O; c: MeOH, SOCl2; d: EtOH, SOCl2; e: Boc2O
Abbildung 2-30
Darstellung der Isomere (55)
Bei den getrennten Isomeren (55a),(55b),(55c) handelt es sich um Racemate. Ein
Trennungsversuch des racemischen Isomers (55b) mit PLE [34] scheiterte. Die Esterase der
Schweineleber war nicht in der Lage den Ethylester zu spalten. Zwar gilt PLE im allgemeinen
als relativ unspezifische Esterase, ein Ethylester des Cyclohexangrundsystems scheint
allerdings sterisch zu spezifisch zu sein.
Synthetischer Teil
29
Im weiteren wird das Racemat des Isomers (55a) mit Di-tolouylweinsäure [35] umgesetzt. Es
gelang zwar entsprechende Diastereomensalze herzustellen, aber eine fraktionierte
Kristallisation war nicht möglich.
Zur weiteren Oligomerisierung werden die Racemate der jeweiligen Diastereomeren
eingesetzt. Dazu werden zunächst bei den Isomeren (55a) und (55b) jeweils die
Schutzgruppen entfernt. Es resultieren die C-terminal geschützten Isomere (56a) und (56b)
oder nach alkalischer Verseifung die entsprechenden N-terminal geschützten Isomere (57a)
und (57b).
Diese können für die weiteren Kopplungen eingesetzt werden.
COOEt
COOEt
a
b
100 %
NH2
COOH
~ 80 %
NHBoc
(56)
(a) (±)1S,3S,4R
(b) (±)1S,3S,4S
(55)
(a) (±)1S,3S,4R
(b) (±)1S,3S,4S
NHBoc
(57)
(a) (±)1S,3S,4R
(b) (±)1S,3S,4S
a: MeOH, NaOH; b: TFA, DCM
Abbildung 2-31
2.2.2.2
Darstellung der kopplungsfähigen Monomeren (56) und (57)
Oligomere
Aus den Monomeren (56a) und (57a) kann eine dimeres Produkt (58a) erhalten werden. Es
handelt sich dabei um ein Diastereomerengemisch, welches nicht weiter aufgetrennt werden
konnte. In analoger Weise ist ein entsprechendes Dimer (58b) aus den Monomeren (56b) und
(57b) zugänglich. Auch hier handelt es sich um ein Diastereomerengemisch.
Synthetischer Teil
30
COOEt
(56)
(57)
(a) (±)1S,3S,4R + (a) (±)1S,3S,4R
(b) (±)1S,3S,4S
(b) (±)1S,3S,4S
NH
CO
b
(59)
(a) (±)1S,3S,4R-(±)1S,3S,4R
(b) (±)1S,3S,4S-(±)1S,3S,4S
a
c
NHBoc
(60)
(a) (±)1S,3S,4R-(±)1S,3S,4R
(b) (±)1S,3S,4S-(±)1S,3S,4S
(58)
(a) (±)1S,3S,4R-(±)1S,3S,4R
(b) (±)1S,3S,4S-(±)1S,3S,4S
a: DEPC, DMF, TEA; b: MeOH, NaOH; c: TFA, DCM
Abbildung 2-32
Darstellung der Dimeren
Nach Abspaltung der Schutzgruppen von (58) resultieren die entsprechenden Dimeren (59)
und (60), die zur Darstellung der Trimere (61) und Tetramere (62) dienen.
CO OEt
CO OEt
NH
CO
NH
CO
NH
CO
NH
CO
NH
CO
NHBoc
(61)
(a) (±)1S,3S,4R-(±)1S,3S,4R-(±)1S,3S,4R
(b) (±)1S,3S,4S-(±)1S,3S,4S-(±)1S,3S,4S
Abbildung 2-33
NH Boc
(62)
(a) (±)1S,3S,4R-(±)1S,3S,4R-(±)1S,3S,4R-(±)1S,3S,4R
(b) (±)1S,3S,4S-(±)1S,3S,4S-(±)1S,3S,4S-(±)1S,3S,4S
Dargestellte Tri- und Tetramere
Synthetischer Teil
31
Als Kopplungsreagenz wird, wie schon zur Darstellung der Dimeren, auch hier DEPC
verwendet. Die Darstellung der Tri- und Tetramere aus den diastereomeren Dimeren führt zu
weiteren Stereoisomeren, die nicht weiter getrennt werden.
Zusammenfassend läßt sich sagen, daß der Syntheseversuch von 1,3,5-trisubstituierten
Cyclohexanderivaten aus Cyclohexenverbindungen wenig erfolgversprechend ist. Neben
Reaktionsproblemen treten erhebliche stereochemische Probleme auf. Die Trennung der
erhaltenen Isomere ist trotz intensiver Nutzung apparativer Methoden nicht immer möglich.
Die Darstellung aus Aromaten durch katalytische Hydrierung verlangt demgegenüber stark
belastbare Apparaturen. Die Wahl des günstigsten Katalysators oder Lösungsmittels bietet
andererseits unerschöpfliche Variationsmöglichkeiten. Werden Cyclohexanderivate erhalten
müssen die Verfahren zur Trennung der Isomere und Enantiomere optimiert und
standardisiert werden. Weitere Strukturanalysen der Oligomere sind nur bei isolierten
Verbindungen möglich.
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
3
31
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
In der Chemie und Biologie ist die Beziehung zwischen der Struktur und der Wirkung eines
Moleküls unbestritten. Zur Klärung der Struktur - Konstitution und Konformation - stehen
experimentelle und theoretische Techniken zur Verfügung, die je nach Problemstellung
ausgewählt und angewendet werden können.
Durch chemische Rechenmethoden ist es möglich Strukturen, Energien und andere
Eigenschaften von bekannten und unbekannten Verbindungen vorauszusagen. Da die
verschiedenen Methoden Zweck und System gebunden sind, sollen sie hier kurz vorgestellt
werden, und ihre Anwendbarkeit auf die betrachteten Systeme bestimmt werden.
In ab initio Berechnungen [36] werden die Wellenfunktionen und Wechselwirkungsintegrale
quantenmechanisch ohne empirische Parameter gewonnen. Diese Methode liefert bei
ausreichend großem Basissatz und unter Berücksichtigung der Elektronenkorrelation eine
relativ reale Konformationsbeschreibung eines isolierten Moleküls. Allerdings ist das
Verfahren auf kleine Moleküle beschränkt.
Die semiempirischen Methoden – MNDO [37] (Modified Neglect of Diatomic differential
Overlap), AM1 [38] (Austin Model 1) - liefern Ergebnisse, die in Abhängigkeit von den
verwendeten Parametern und untersuchten Eigenschaften mit dem Experiment mehr oder
weniger gut übereinstimmen. MNDO gibt z.B. die Konformation von gesättigten Systemen
nur unzureichend wieder und ist auch nicht in der Lage Wasserstoffbrücken zu beschreiben.
AM1 wurde dahingehend verbessert. Allerdings muß man vor Augen haben, daß eine
Charakterisierung durch quantenmechanische Rechnungen in der Regel nur in der Gasphase
vorgenommen werden kann. Die hier untersuchten Oligomere sind allerdings noch zu groß,
um innerhalb praktikabler Rechenzeiten mit quantenmechanischen Methoden behandelt zu
werden.
Kraftfeldrechnungen [39] eignen sich besonders für größere Moleküle, da die benötigte
Rechenzeit nur mit der 2. Potenz der Zahl der Atome zunimmt. Jedoch ist dieses Verfahren
stark abhängig von empirisch gewonnenen Parametern, die bei der Konformationsanalyse
Berücksichtigung finden müssen. Programme wie MM2, MM3 [40], MM+ enthalten derartige
parametrisierte Kraftfelder und werden in kommerziellen modelling Paketen, wie Hyperchem
oder Macro Model verwendet. Die Programme berechnen die Energie einer Verbindung als
Funktion
aller
interner
Koordinaten
[41]
-
Bindungslänge,
Bindungswinkel
und
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
Torsionswinkel.
Außerdem
finden
elektrostatische
Ladungen,
32
Dipolenergie,
1,4-
Wechselwirkungen und van der Waals Terme Berücksichtigung. Man erhält die sogenannte
sterische Energie, die sich aus der Summe dieser verschiedenen Energiebeträge
zusammensetzt, und die durch Bindungsinkremente in Enthalpien konvertiert wird.
Zur Bestimmung des globalen Minimum bieten sich verschiedene Methoden [42] an. Neben
Moleküldynamikrechnungen (MD), wird in dieser Arbeit auf Basis der Kraftfeldrechnungen
eine Monte-Carlo Suche durchgeführt. Für die exocyclischen Amidbindung (Diederwinkel ω)
wird eine trans-Konformation angenommen, die bei Peptidbindungen normalerweise
bevorzugt ist.
Die
Auswahl
und
Fähigkeiten
der
experimentellen
Analysen
sind
vielfältig.
Massenbesimmungen, besonders in Form von FAB- oder Maldi-Messung sind für den
Proteinchemiker wichtige Hilfsmittel, um Informationen über das Molekulargewicht der
Verbindungen zu erhalten. Strukturelle Informationen sind daraus nur sehr begrenzt zu
gewinnen. Aussagekräftiger ist da die NMR-Spektroskopie. Neben eindimensionalen
Experimenten (1 H, 13 C,
15
N, 31 P) sind besonders zweidimensionale Experimente (HH-COSY
[43], CH-COSY [43], HMQC [44], HMBC [45], TOCSY [46], ROESY [47], NOESY [48])
geeignet strukturelle Merkmale zu erkennen und aufzuklären.
Letztlich stellt die Röntgenstrukturanalyse die Methode der Wahl dar, um in fester Phase eine
Molekülstruktur durch Bindungslängen, Bindungswinkel und Torsionswinkel beschreiben zu
können. Zusätzlich werden Wechselwirkungen des Moleküls zu benachbarten Molekülen
erkennbar. Bedauerlicherweise ist diese Methode nur für gut kristallisierende Systeme zu
verwenden.
3.1
Cis-trans-Rotamere des Pyrrolidins
In Peptiden und Proteinen sind Aminosäuren durch Amidbindungen, den Peptidbindungen,
verknüpft. Die Beweglichkeit der Moleküle wird durch die Torsionswinkel charakterisiert.
Dabei beschreiben die Winkel φ, ψ und ω die primäre Amidkette, das sogenannte backbone.
φ und ψ weisen eine beträchtliche Rotationsfreiheit auf, und sind im wesentlichen für die
Dynamik der Peptide verantwortlich. Die Flexibilität der eigentlichen Amidbindung ist durch
den partiellen Doppelbindungscharakter stark eingeschränkt, so daß ω gewöhnlich Werte im
Bereich von 180 ° annimmt. Dies entspricht einer trans-Amidbindung, wie sie primär bei
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
33
Peptiden auftritt. Die Rotationsmöglichkeit der Aminosäure-Seitenketten wird durch χ
beschrieben, und kennzeichnet die Topologie des Peptides.
H
O
ψ
φ
ω
N
N
χ1
H
O
Abbildung 3-1
H
χ2
Durch Peptidbindungen verknüpfte Aminosäuren; Definition der
Torsionswinkel φ, ψ, ω und χ
Eine Einschränkung der Rotationsfreiheit um die Torsionswinkel φ und χ resultiert aus der
Verwendung der Pyrrolidin-2-carbonsäure. Sowohl das backbone als auch die Topologie des
Amides
werden
damit
stärker
"fixiert".
Es
treten
cis-trans-Rotamere
auf,
die
chromatographisch nicht getrennt werden können.
In Abbildung 3-2 ist zu erkennen, daß die trans-Amidbindung zu einer kettenartigen helikalen
Struktur führt, während aus der cis-Verknüpfung eher Schleifen induziert werden.
cis
O
O
N
N
O
trans
N
Abbildung 3-2
O
trans
cis-trans Isomerie des Pyrrolidinsystems
Prinzipiell treten beide Formen der Verknüpfung in Oligomeren auf, wobei neben weiteren
Substituenten am Pyrrolidinring auch das verwendete Lösungsmittel Einfluß auf die
Amidbindung nimmt.
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
34
Die theoretische Konformationsanalyse eines Octamers aus (2S,4R)-4-Methoxypyrrolidin-2carbonsäure hat allerdings die trans-Bindung und eine helikale Struktur zum Ergebnis. Die
Berechnung wurde mit MM3 durchgeführt und nach der Monte-Carlo-Methode minimiert.
Die sich entwickelnde Helix entspricht im wesentlichen einer typischen Prolin-Helix, und
zeigt eine α-Helix von Typ II. Ein Substituenteneffekt der Methoxygruppe ist dabei nicht zu
beobachten.
Abbildung 3-3
Energieminimum eines 4-Methoxypyrrolidin-Octamers nach einer MCSuche mit 2518.73 kJ/mol
Die starke Begünstigung der trans-Verknüpfung resultiert aus den von dem MM3-Kraftfeld
verwendeten Parametern. Experimentell tritt dahingegen ein Gemisch weiterer Rotamere auf.
Deutlich wird dies bei der spektroskopischen Analyse des Dimers (8).
3.31
3.30
3.29
3.28
OMe
1.42 Boc
1.37
OMe
N
OMe
N
C
C
O
O
3.70
3.69
4.60-4.45
Abbildung 3-4
Zuordnung der Protonensignale in ppm des Dimeren (8)
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
35
Grundsätzlich kann an jeder Amidbindung (Boc-N, O=C-N) die cis-trans-Isomerie auftreten,
und führt im Falle der Verbindung (8) zu vier (22 ) möglichen Rotameren. In den Spektren
sind zwei Hauptkomponenten zu erkennen, die zu einer Verdopplung der Singulettsignale für
den Methylester und die Boc-Gruppe führen.
(ppm)
1.6
2.4
3.2
4.0
4.8
(ppm)
Abbildung 3-5
4.8
4.0
3.2
H,H-COSY-Spektrum
Ausschnitts-
der
2.4
Verbindung
1.6
(8)
(600
MHz,
CDCl3 ,
vergrößerung)
Die Methoxyfunktionen erscheinen ebenso als vier Singuletts. Das aber auch weitere
Rotamere als Nebenbestandteil vorliegen zeigt das Multiplettsignal der Protonen an Position
fünf der Ringe bei ca. 2.4 – 2.1 ppm. Diese Isomere treten jedoch nur gering auf und sind im
13
C-NMR nicht zu erkennen. Die Hauptisomere führen in der
13
C-Analyse jeweils zu einem
doppelten Signalsatz für jedes C-Atom.
Bei dem Trimer (11) und dem Tetramer (12) führt die cis-trans-Isomerie der Amidbindungen
des Pyrrolidingrundsystems zu acht bzw. zu sechzehn möglichen Rotationsisomeren.
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
OMe
OMe
N
OMe
N
Boc
36
N
OMe
C
C
C
O
O
O
(11)
OMe
OMe
N
Boc
OMe
N
OMe
N
OMe
N
C
C
C
C
O
O
O
O
(12)
Abbildung 3-6
Strukturen des Trimeren (11) und des Tetrameren (12)
Einige Konformationen sind energetisch und sterisch bevorzugt, so daß keine Gleichverteilung der Isomere im Protonenspektrum auftritt. Die Überlagerung der Protonensignale
der Haupt- und Nebenisomere, führt zu Spektren, die im wesentlichen nur nach Lage und
Intensität der Signale beurteilt werden können. Aussagen zur Struktur sind in diesen Fällen
nicht mehr möglich.
OH
H
H
H
C
O
H
N
C
O
H
N
H2 N
C
H2 N
O
N
O
C
C N
C N
O
C N
N
O
N
CH2 COOH
C
H
O
H
H
H
HO
(25)
Abbildung 3-7
(26)
An fester Phase synthetisierte γ-Amide (25) und (26)
H
O
CH2 CO OH
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
37
Die cis-trans-Isomerie tritt ebenfalls bei den Trimeren (25) und (26) an der Position eins eines
jeden Pyrrolidinringes auf. Somit resultieren jeweils vier Rotationsisomere, die zu stark
verbreiterten Signalen im Protonenspektrum führen und keine weitere experimentelle
Strukturanalyse zulassen.
Die theoretische Analyse eines Trimers, bestehend aus drei Pyrrolidineinheiten mit je einer
Acetylgruppe an der Position eins, soll als Vergleichssubstanz der Verbindungen (25) und
(26) dienen. Nach MM3-Kraftfeldrechnung und MC-Minimierung resultiert eine helikale
Struktur, die durch Wechselwirkungen in Form von Wasserstoffbrückenbindungen stabilisiert
wird, wie sie in Abbildung 3-8 dokumentiert sind.
O C
CH3
N H
N
O C
CH3
N H
N
CH3
O
C O
O
H N
CH3
N
O
C O
H N
CH3
Abbildung 3-8
Energieminimum eines Trimers mit Acetylgruppen an Position eins als
Platzhalter für die verwendeten Reste (86.29 kJ/mol)
Dabei werden einerseits zwei der drei Acetylgruppen durch Wasserstoffbrücken zu den
exocyclischen Amidbindungen stabilisiert. Andererseits treten Letztere durch Faltung der
Pyrrolidin-Kette miteinander in Wechselwirkung und fixieren das System zusätzlich. Dies
führt zu einer definierten Konformation, dem in Abbildung 3-8 dargestellten Konformer.
Experimentell gelang es nicht eine trimere Pyrrolidin-Kette aufzubauen. Vielmehr resultierten
Trimere aus zwei Pyrrolidineinheiten an Glycin gebunden, die keine definierte Konformation
aufweisen. Neben der bereits beschriebenen cis-trans-Isomerie an Position eins kann ein
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
38
weiterer Grund in der Fähigkeit zur Ausbildung eines β- oder γ-turns liegen, wie in Abbildung
3-9 dargestellt.
COOH
COOH
O
H N
O
H N
N
H
O
O
H
N
CO
R
β-turn
Abbildung 3-9
N
N
CO
R
γ-turn
Analoger [β-turn] und [γ-turn] des substituierten Pyrrolidinsystems
[49]
Zwar ist die Fähigkeit des Prolins oder Hydroxyprolins in Proteinen Schleifen analog zur
Form eines β- oder γ-turns an den Positionen eins und zwei zu induzieren schon lang bekannt,
jedoch haben Curran et al. [49] dies auch für Systeme nachgewiesen, die über die Positionen
zwei und vier amidisch verknüpft sind. Dies steht zunächst im Widerspruch mit der hier
vorgenommenen theoretischen Analyse, bei der diese turn-Strukturen nicht gefunden werden.
Der Einfluß der unterschiedlichen Reste R auf die Struktur oder die Parametrisierung und das
Fehlen von Lösungsmittelmolekülen sind die Ursache.
Die Substitution eines Lithocholanoyl- oder Oktanoylrestes durch eine Acetylfunktion ist eine
weitere Vereinfachung in der Rechnung. Ein sterischer Einfluß wird sich nicht unerheblich
auf das Gesamtsystem auswirken.
3.2
Struktureffekte verschiedener Cyclohexanderivate
Das gesättigte Sechsringsystem des Cyclohexans zeichnet sich durch die deutlich bevorzugte
Sesselkonformation aus. Die Protonen nehmen dabei axiale und equatoriale Stellungen ein.
Die axiale Position ist energetisch weniger günstig als die equatoriale, weil sterische
Wechselwirkungen mit synaxialen Protonen auftreten. Durch Ringinversion werden axiale in
equatoriale Protonen überführt. Der sehr komplexe Vorgang verläuft über verschiedene
Übergangszustände und erfordert bei unsubstituiertem Cyclohexan eine Aktivierungenergie
von etwa 46 kJ/mol. Werden Substituenten in das System eingeführt, nehmen sie in vielen
Fällen die equatoriale Lage ein. Zusätzlich erhöht sich die Energiebarriere der Ringinversion,
wobei die Anhebung der Aktivierungsenergie von der Art und Anzahl der eingeführten
Fragmente abhängig ist. Dies führt dann zu einer definierten Konformation.
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
39
Wichtige Kriterien bei der Spektrenauswertung stellen die Kopplungen der Kerne H und C
dar. Auch die Lage des Protonensignals kann wichtige Hinweise geben. Im allgemeinen
werden axiale Protonen im magnetischen Feld stärker abgeschirmt und erscheinen bei hohem
Feld. Equatoriale Protonen dagegen erscheinen bei tiefem Feld aufgrund der geringen
Abschirmung. Dies kann erfahrungsgemäß zu einer Differenz der chemischen Verschiebung
im 1 H-NMR von bis zu einem ppm zwischen einem axialen und equatorialen Proton einer
Methyleneinheit führen.
Die Struktur der durch HPLC getrennten Isomere (55a)-(55c) kann anhand der Spektren (1 H,
13
C, HMQC, HH-COSY, ROESY) aufgeklärt werden. Hilfreich ist zum Teil auch ein
Vergleich der Spektren der Isomere untereinander, um die chemische Verschiebung und das
Kopplungsverhalten einzelner Protonen beurteilen zu können.
Bei dem Isomer (55a) befindet sich die Ester- und die Boc-Amino-Funktion in equatorialer
Position. Die Methylgruppe nimmt hingegen axial ihren Platz ein. Gestützt wird diese
Konformation durch dipolare Wechselwirkungen des H(3)- mit dem H(1)-Proton die sich im
2D-ROESY-Spektrum (Abbildung 3-12) manifestiert. Dies ist nur möglich, wenn beide
Protonen synaxial stehen.
Die axiale Stellung des H(1)-Protons führt durch Kopplung mit den equatorialständigen H(2)und H(6)-Protonen zu einer mittelgroßen Kopplungskonstante von 4.2 Hz. Zusätzlich wird
das H(1)-Signal infolge von axial-axial-Kopplungen mit den axialen Protonen H(2) und H(6)
mit einer Kopplungskonstante von 10.5 Hz aufgespalten.
COOEt
6
5
1
4
2
3
NH
Boc
Me
2.38
3.65
2.05
HN
Me
Boc
0.87
Abbildung 3-10
COOEt
1.83
Me
NH
COOEt
Boc
Konformation und Zuordnung der Protonen in ppm des Isomers (55a)
Aus dem auffällig tieffeldverschobenen Signal des H(4)-Protons dokumentiert sich eine axiale
Stellung der Methylgruppe. NOE-Kreuzsignale dieses equatorialen Protons zu den axialen
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
40
Protonen H(2) und H(6), wie sie bei einer axialen Stellung von H(4) erwartet werden würden,
sind nicht zu erkennen.
(ppm)
0.8
1.6
2.4
3.2
4.0
4.8
(ppm)
Abbildung 3-11
4.8
4.0
3.2
2.4
1.6
0.8
H,H-COSY der Verbindung (55a) (600 MHz, CDCl3 , 2.5 mm)
(ppm)
0.8
1.6
2.4
3.2
4.0
4.8
(ppm)
Abbildung 3-12
4.8
4.0
3.2
2.4
1.6
0.8
ROESY der Verbindung (55a) (600 MHz, CDCl3, 2.5 mm)
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
41
Bemerkenswert ist der geringe Unterschied von 0.15 ppm für die chemische Verschiebung
der axialen und equatorialen Protonen an den Positionen fünf und sechs. Es findet keine
wesentliche Abschirmung der axialen Protonen im magnetischen Feld statt.
Das Isomer (55b) zeichnet sich durch die allseits equatoriale Stellung der Substituenten aus.
Dabei erscheint das H(4)-Signal im Hochfeld, und liegt um 0.9 ppm höher als bei dem Isomer
(55a). Ein NOE-Effekt des axialen H(4)-Protons ist aufgrund der Überlagerung verschiedener
Signale nicht signifikant erkennbar. Sehr ausgeprägt ist die Differenz der chemischen
Verschiebung der Methylenprotonen zwischen axialer und equatorialer Stellung. So
unterscheiden sich die H(2)-Protonen um etwa 0.9 ppm, die H(6) um 0.56 ppm und die H(5)Protonen um circa 0.7 ppm in ihrer Lage.
COOEt
6
5
1
4
2
3
NH
Boc
Me
2.35
3.14
1.80
Me
0.94
HN
1.90
COOEt
2.19
1.34
1.20 Boc
Abbildung 3-13
Me
NH
COOEt
Boc
Konformation und Zuordnung der Protonen in ppm des Isomers (55b)
Das Signal des H(1)-Protons spaltet zu einem Triplett vom Triplett auf, wobei die mittlere
Kopplungskonstante von 3.43 Hz aus der Wechselwirkung mit dem equatorialen H(6)-Proton
resultiert. Die große Kopplungskonstante von 12.46 Hz resultiert aus der Kopplung mit einem
ebenfalls axial stehendem Proton an Position zwei oder sechs. Durch Überlagerung der
Signale ist eine genaue Bestimmung in diesem Fall nicht möglich. Zusätzlich zu den skalaren
Kopplungen wird die Konformation durch einen Crosspeak im ROESY-Spektrum zum H(3)Signal bestätigt. Es liegt eine synaxiale Stellung der Protonen H(1) und H(3) vor.
Weiterhin wird die axiale Stellung des H(3)-Protons durch die chemische Verschiebung zum
Hochfeld bestätigt. Mit 3.14 ppm liegt das Signal deutlich höher als bei dem Isomer (55c).
Zusätzlich ist aus dem H,H-COSY zu entnehmen, daß skalare Kopplungen mit dem NH und
den axialen H(2) und H(4) auftreten. Das H(3)-Signal spaltet zu einem breiten Duplett mit
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
42
einer Kopplungskonstante von 6.53 Hz auf, die der Kopplung zum NH zugeschrieben werden
muß. Auszuschließen ist allerdings nicht die Erniedrigung der Kopplungskonstante J(3a, 4a)
oder J(3a, 2a) durch den Substituenteneffekt. Eine Bestimmung ist aufgrund der
Signalüberlagerung jedoch nicht möglich.
(ppm)
0.8
1.6
2.4
3.2
4.0
4.8
(ppm)
Abbildung 3-14
4.8
4.0
3.2
2.4
1.6
0.8
H,H-COSY der Verbindung (55b) (600 MHz, CDCl3 , 2.5 mm)
(ppm)
0.8
1.6
2.4
3.2
4.0
4.8
(ppm)
Abbildung 3-15
4.8
4.0
3.2
2.4
1.6
0.8
ROESY der Verbindung (55b) (600 MHz, CDCl3, 2.5 mm)
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
43
In dem Isomer (55c) nehmen die Protonen H(3) und H(4) die equatoriale und H(1) die axiale
Stellung ein. Das Signal des equatorialen H(3) ist mit 3.85 ppm im tiefen Feld gelegen. Es
weist keine große Kopplungen zu den benachbarten Protonen H(2) oder H(4) auf. Weiterhin
zeigt das aufgenommene ROESY-Spektrum keine NOE-Beziehung zwischen dem H(3) und
den axial stehenden Protonen H(1) und H(5).
COOEt
6
5
1
4
2
3
NH
Boc
Me
1.06 Boc
NH
2.32
1.90
COOEt
2.04
1.65
3.85 1.41
Me
NH
Boc
Me
0.87
Abbildung 3-16
COOEt
Konformation und Zuordnung der Protonen in ppm des Isomers (55c)
Erkennbar ist jedoch ein NOE-Effekt des NH-Protons mit dem H(1) Proton. Dies wird als
Beweis des equatorialen H(3) und axialen H(1) bewertet. Daß H(1) axial positioniert vorliegt,
geht zusätzlich aus der großen
3
J Kopplungskonstante von 12.3 Hz hervor, wie sie
typischerweise für zwei axiale Protonen auftritt.
Das Signal des equatorialen H(4) Protons ist tieffeldverschoben und zeigt im H,H-COSY
einen schwach ausgeprägten Crosspeak zum H(5a) Proton. Eine Kopplungskonstante
oberhalb von 10 Hz ist jedoch bei H(4) nicht zu erkennen. Das Signal des axialen Protons
H(5) zeigt zwar eine Aufspaltung mit 12.72 Hz, dabei handelt es sich aber um die geminale
Kopplung. Weiterhin ist ein NOE-Effekt der Methylgruppe mit dem axialen H(2) zwar nicht
sehr ausgeprägt, aber trotz des ansonsten starken Methylsignals zu erkennen.
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
44
(ppm)
0.8
1.6
2.4
3.2
4.0
4.8
(ppm)
4.8
Abbildung 3-17
4.0
3.2
2.4
1.6
0.8
H,H-COSY der Verbindung (55c) (600 MHz, CDCl3 , 2.5 mm)
(ppm)
0.8
1.6
2.4
3.2
4.0
4.8
(ppm)
Abbildung 3-18
4.8
4.0
3.2
2.4
1.6
0.8
ROESY der Verbindung (55c) (600 MHz, CDCl3 , 2.5 mm)
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
45
Ein wichtiges Kriterium zur Beurteilung der axialen oder equatorialen Stellung der Protonen
ist die chemische Verschiebung im 1 H-NMR-Spektrum. Sehr konstante Werte werden bei den
Signalen des axialen H(1) erhalten. Demgegenüber treten bei den Signalen der axialen H(3)
und equatorialen H(4) erhebliche Differenzen von bis zu 0.51 ppm auf.
(55a)
(55b)
(55c)
(±) 1S,3S,4R
(±) 1S,3S,4S
(±) 1S,3R,4R
H(3)
3.65
br. s
a
3.14
br. d
a
3.85
br. s
e
H(1)
2.38
tt
a
2.35
tt
a
2.32
br. t
a
H(4)
2.05
m
e
1.14
m
a
1.60
m
e
H(2e)
1.83
dt
2.19
br. d
2.04
ddt
H(6e)
1.59
m
1.90
ddt
1.90
ddt
Tabelle 3-1
Chemische
Verschiebung
und
Signalform
der
Protonen
der
Stereoisomere (55a)-(55c) , Zuordnung der axialen oder equatorialen
Position (400 MHz, CDCl3 )
Aber auch bei den Signalen der equatorialen Protonen H(2) und H(6) sind Unterschiede von
bis zu 0.31 ppm zu beobachten.
Der Grund liegt sicherlich in der unterschiedlichen Abschirmung der Protonen im
magnetischen Feld, die durch die räumliche Anordnung der Nachbarsubstituenten am Ring
beeinflußt wird. Auszuschließen ist ebenfalls nicht, daß die Substituenten zu einer leichten
Deformation des Ringes und damit indirekt zu einer Veränderung der Abschirmung führen.
Weiterhin wird untersucht, ob trotz der drei Substituenten am Ring eine Inversion des Ringes
der Isomere (55a) und (55b) stattfindet. Aufgenommene Spektren bei 296 K zeigen breite
Singulett-Signale für NH und H(3). Bei 263 K ist in den Spektren der Isomere (55a) und
(55b) die Aufspaltung beider Signale durch die Kopplung besser zu beobachten. Die übrigen
Signale der Spektren zeigen keine wesentliche Veränderung.
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
4 .8
4 .4
4 .0
3 .6
3 .2
4.4
4.0
3.6
(ppm)
3.2
2.8
3 .6
3 .2
4.4
4.0
3.6
(ppm)
3.2
2.8
(ppm)
4 .8
4 .4
Abbildung 3-19
4 .0
(ppm)
46
Ausschnittsvergrößerung der Protonenspektren bei 296 K (oben) und
263 K (unten) der Monomere (55a) (links) und (55b) (rechts), (400 MHz,
CDCl3 )
Eine spätere Absenkung der Meßtemperatur auf 233 K führt zu keiner weiteren Aufspaltung.
Es resultieren dann Spektren mit stark verbreiterten Signalen. Somit sollten auch die
Kopplungsprodukte (58a) und (58b) konformativ einheitlich sein.
Zusammenfassend ist zu sagen, daß Ringinversions-Gleichgewichte von (55a) und (55b)
offenbar weitgehend, wie in Abbildung 3-10 und Abbildung 3-13 gezeigt, auf einer Seite
liegt.
Dennoch liegt bei dem Isomer (58a) nicht nur ein Produkt vor. Zwar ist in den
Protonenspektren, unkorreliert und korreliert, zunächst nur eine geringe Aufspaltung der
Signale zu erkennen. Ein zusätzlicher Signalsatz ist hieraus jedoch nicht ersichtlich.
2.05
Boc
Abbildung 3-20
3.67
NH
4.77
2.00
2.15
4.00
CO NH
5.85
2.45
COOEt
Zuordnung der Protonen in ppm des Isomers (58a) (600 MHz, CDCl3)
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
47
(ppm)
0.8
1.6
2.4
3.2
4.0
4.8
5.6
(ppm)
Abbildung 3-21
5.6
4.8
4.0
3.2
2.4
1.6
0.8
H,H-COSY der Verbindung (58a) (600 MHz, CDCl3 , 2.5 mm)
Aussagekräftiger sind die Befunde des
13
C-NMR der Verbindung, in dem kein doppelter
Signalsatz für alle C-Atome auftritt, sondern nur für einen Teil der C-Atome jeweils zwei
Signale erkennbar sind. Dies bedeutet, daß es sich bei Verbindung (58a) um ein
Diastereomerengemisch handelt, indem ein Teil der C-Signale des einen Diastereomers
isochron mit den Signalen des anderen Diastereomeren sind. Eine denkbare Ringinversion
scheint eher unwahrscheinlich. Einerseits konnte die Ringinversion bei Oligomeren
unsubstituierter
Aminocylohexancarbonsäuren
lediglich
in
Tieftemperaturmessungen
nachgewiesen werden [29], andererseits sollte durch die zusätzliche Methylgruppe des Ringes
die Konfiguration stabilisiert werden.
Weiterhin ist die Intensität der doppelten
13
C-Signale nahezu gleich und deutet ein
Diastereomerengemisch im Verhältnis von etwa 1:1 an.
Die Analyse des Dimeren (58b) führt zu einem ähnlichen Ergebnis. In diesem Fall ist im
Protonenspektrum ein Diastereomerengemisch an der exocyclischen Methylgruppe des
zweiten Ringes zu erkennen. Die Methylgruppe erscheint als zwei gleichgroße Dubletts bei
0.89 ppm. Die übrigen Signale lassen derartiges jedoch nicht erkennen.
Konformationsanalysen ausgewählter Systeme
Boc
3.15
NH
2.10
3.51
CO NH
2.38
COOEt
5.16
4.32
Abbildung 3-22
48
Zuordnung der Protonen in ppm des Isomers (58b) (600 MHz, CDCl3)
Bestätigt wird die Existenz eines Diastereomerengemisches durch vier signifikante C4Signale im 13 C-NMR-Spektrum. Im letztgenannten Spektrum werden ansonsten lediglich drei
und nicht vier Signale –kein doppelter Signalsatz- gefunden. Offenbar sind die
13
C-Signale
der Diastereomeren weitgehend isochron. Außerdem ist die Ringinversion am zweiten Ring
zur Erklärung des doppelten C4-Signals denkbar. In diesem Falle würde man im allgemeinen
Fall aber auch für andere Atome des zweiten Ringes einen doppelten Signalsatz erwarten.
Dies ist soweit die Spektren dies zulassen nicht zu beobachten.
Es ist offensichtlich, daß die diastereomeren Dimere (58a) und (58b) aus der Chiralität der
Monomeren (55a) und (55b) resultieren. Die Diastereomeren sind unten skizziert.
H
O
Me
C
HN
Me
Boc
C
N
O
COOEt
H
Me
HN
Me Boc
Abbildung 3-23
N
Diastereomeres Dimer (58a)
COOEt
Experimenteller Teil
4
Experimenteller Teil
4.1
Allgemeines
4.1.1
Bemerkungen
49
Die Synthesen werden soweit nicht besonders vermerkt ohne Schutzgasatmosphäre
durchgeführt. Die verwendeten Lösungsmitteln werden nach Standardmethoden der
organischen Chemie gereinigt, getrocknet und soweit erforderlich absolutiert.
Zur analytischen Dünnschichtchromatographie werden Aluminium beschichtete Fertigplatten
verwendet: Merck, Kieselgel 60 F254 , d = 0.25 mm. Die Rf-Werte sind relativ zur Lösungsmittelfront angegeben. Die Detektion findet wahlweise durch UV-Licht (254 nm),
Molybdatophosphorsäure-Cer(IV)-sulfat-Lösung [50] oder Ninhydrintest [24] statt.
Für die präparative Säulenchromatographie wird Kieselgel der Firma ICN genutzt (Silica 3263 mesh), und mit geringem Druck in Form einer Flash-Säule betrieben. Die LowbarTrennungen erfolgen bei einem Druck von 2.5 bar.
Die analytische HPLC wird mit einer Superspher-Säule Si 60 (5µm, 250/4 mm) der Firma
Merck mit einem Durchfluß von 1 ml / min durchgeführt. Zur präparativen HPLC-Trennung
wird eine Lichrospher-Säule Si100 (5 µm, 200/40 mm) der Firma Merck bei einem
Durchfluß von 10 ml / min mit einer Pumpe der Firma Knauer mit der Typbezeichung PUMP
64 betrieben. Die Detektion bei der HPLC und Lowbar erfolgt durch ein DifferentialRefraktometer der Firma Knauer mit dem jeweils verwendeten Lösungsmittel als Standard.
Die Festphasenreaktionen werden an einem halbautomatischen Peptid-Synthesizer (SP 650)
der Firma Labortec AG durchgeführt.
IR-Spektren werden auf einem Gerät mit der Typbezeichnung Vector 22 der Firma Bruker
unter Verwendung der Software OPUS/IR (2.2) aufgenommen.
Die EI- und FAB-Massenspektren werden mit dem Gerät MAT CH7 der Firma Varian
aufgenommen. Mit dem Gerät VOYAGER DET M der Firma RP Biospectrometry werden die
MALDI-Spektren vermessen.
Die Kernresonanzspektren werden, wenn nicht speziell vermerkt bei Normaltemperatur auf
auf den Geräten DPX200 (200 MHz), DRX400 (400 MHz) und DRX600 (600MHz) der
Firma Bruker aufgenommen. Die verwendeten Lösungsmittel sind bei den jeweiligen
Spektren angegeben. Die chemischen Verschiebungen δ sind in ppm relativ zu TMS
angegeben. Das Lösungsmittel dient dabei als innerer Standard.
Experimenteller Teil
4.1.2
Abkürzungen
AAV
Allgemeine Arbeitsvorschrift
AM1
Austin Model 1
Ar
Aromat
Boc
t-Butyloxycarbonyl
Boc2 O
Di-t-butyl-dicarbonat, Boc-Anhydrid
CAEE
Chlorameisensäureetylester
COSY
Correlated Spectroscopy
d
Tag(e)
DCC
Dicyclohexylcarbodiimid
DCM
Dichlormethan
DEPC
Diethylphophorylcyanid/Cyanphophonsäurediethylester
DIEA
N,N´-Diisopropylethylamin
DMAP
4-Dimethylaminopyridin
DMF
N,N´-Dimethylformamid
DMPU
1,3-Dimethyl-3,4,5,6-2(1H)-pyrimidion
DMSO
Dimethylsulfoxid
EE
Ethylacetat
EDC
N-(3-Dimethylaminopropyl)-N´-ethyl-carbodiimidhydrochlorid
Et
Ethyl
EtOH
Ethanol
eq.
Äquivalente
FAB
Fast Atomic Bombardement
Fmoc
9-Fluorenylmethoxycarbonyl
ges.
gesättigt
h
Stunde
HAc
Essigsäure
HMPT
Hexamethylphosphorsäuretriamid
HMQC
Hetero Multiple-Quantum Correlation
HOBT
1-Hydroxybenzotriazol
m
meta
MALDI
Matrix-Assisted Laser Desorption-Ionization
50
Experimenteller Teil
51
Me
Methyl
MeOH
Methanol
min
Minute
NMM
N-Methylmorpholin
NMR
Nuclear Magnetic Resonance
NOE
Nuclear Overhauser Effect
NOESY
Nuclear Overhauser Effect Spectroscopy
p
para
PE
Petrolether
Ph
Phenyl
PyBOP
Benzotriazol-1-yl-oxy-tris-Pyrrolidinphosphoniumhexafluorophosphonat
T3P
Propionphosphonsäureanhydrid
rac.
Racemat
ROESY
Rotating Overhauser Enhancement Spectroscopy
RT
Raumtemperatur
TEA
Triethylamin
TFA
Trifluoressigsäure
THF
Tetrahydrofuran
TOCSY
Total Correlation Spectroscopy
Spektrenanalyse:
NMR:
IR:
s
Singulett
s
stark
d
Dublett
m
mittel
t
Triplett
w
wenig
q
Quartett
m
Multiplett
br.
breit
e
äquatorial
a
axial
x,y
diastereotope
Protonen
in Methylengruppen
Experimenteller Teil
4.2
Allgemeine Arbeitsvorschriften (AAV)
4.2.1
Katalytische Hydrierung
4.2.1.1
Niederdruck-Hydrierung (Druck < 100 bar)
52
15 mmol der aromatischen Verbindung werden in 100 ml Lösungsmittel gelöst bzw.
suspendiert und mit ca. zwei Spatelspitzen des Katalysators versetzt. Das Reaktionsgemisch
wird in den Glaseinsatz eines Autoklaven gefüllt, und anschließend der Autoklave
verschlossen. Über ein Ventil kann Wasserstoff mit einem Maximaldruck von 60 bar auf die
Anlage gegeben werden. Allerdings sind die Dichtungen gegenüber dem Wasserstoffdruck
nicht sehr stabil, so daß der Druck regelmäßig wieder angepaßt werden muß.
Nach Reaktionsende wird der Katalysator über einen Büchnertrichter mit Filterpapier
abfiltriert und das Filtrat am Rotationsverdampfer bzw. bei schwer flüchtigen Lösungsmitteln
im Ölpumpenvakuum entfernt.
4.2.1.2
Hochdruck-Hydrierung (Druck > 200 bar)
In 250 ml Lösungsmittel werden 0.15 mol der zu hydrierenden Verbindung suspendiert bzw.
gelöst in einen 500 ml Autoklaven gegeben und mit 2 Spatelspitzen des Katalysators versetzt.
Die Anlage wird dicht verschlossen und nach mehrmaligem Spülen mit Wasserstoff letztlich
mit einem Druck von 250 bar Wasserstoff versehen. Dann wird auf die gewünschte
Temperatur aufgeheizt, wobei ein deutlicher Druckanstieg zu beobachten ist. Steigt der Druck
dabei über 290 bar wird automatisch der Druck reduziert. Fällt der Druck im Verlaufe der
Reaktion, wird er auf 250 bar heraufgesetzt.
Zum Abschluß der Reaktion wird im Falle einer Suspension durch Zugabe von 1 M NaOH
bzw. HCl der pH-Wert soweit verändert, das eine klare Lösung entsteht, von der der
Katalysator abfiltriert werden kann. Das Filtrat wird bis zur Trockne eingeengt und analysiert.
4.2.2
Ester einer Hydroxycarbonsäure
Es werden 4.08 mmol der Hydroxycarbonsäure und 10 mmol (1.382 g) Kaliumcarbonat in 15
ml Aceton und 10 ml DMF suspendiert. Unter Argon werden 10 mmol Alkylhalogenid
langsam zugetropft. Das Reaktionsgemisch wird für 24 Stunden auf 80 °C erwärmt.
Experimenteller Teil
53
Der verbleibende Feststoff wird, wenn die Reaktionslösung wieder auf Raumtemperatur
gelangt ist, im Vakuum mit einer G4 Glasfilterfritte aus der Lösung entfernt. Das Filtrat wird
zunächst am Rotationsverdampfer und anschließend im Ölpumpenvakuum bis zur Trockene
eingeengt. Der Rückstand wird in je 50 ml Wasser und DCM aufgenommen. Nach
Abtrennung der organischen Phase wird die wäßrige Phase noch zweimal mit je 20 ml DCM
extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden über Magnesiumsulfat getrocknet, und
im Vakuum abdestilliert.
4.2.3
Ester und/oder Ether einer Hydroxycarbonsäure
In 90 ml DMF werden unter Argon 12.24 mmol N-terminal geschützte Hydroxycarbonsäure
vorgelegt, und portionsweise mit 49 mmol (0.646 g) Natriumhydrid als Ölsuspension (55 - 65
%) versetzt. Das Reaktionsgemisch wird bei Raumtemperatur 30 min gerührt. Anschließend
werden 49 mmol des Alkylhalogenids langsam zugetropft. Nach weiteren 15 h werden zur
Beendigung der Reaktion 120 ml MeOH zugegeben. Die Lösungsmittel werden im Vakuum
entfernt, und der Rückstand in je 100 ml Wasser und DCM aufgenommen. Nach Abtrennung
der organischen Phase wird die wäßrige Phase noch zweimal mit je 50 ml DCM extrahiert.
Die vereinigten organischen Phasen werden über Magnesiumsulfat getrocknet, und im
Vakuum abdestilliert.
Wird die Reaktion mit THF als Lösungsmittel durchgeführt [51], resultiert die entsprechende
Etherverbindung. Bei Verwendung von THF abs. können beide Hydroxylfunktionen
derivatisiert werden. Dies ist je nach Stabilität des Esters ebenfalls möglich.
4.2.4
Reduktion von Azidverbindungen mit Iodtrimethylsilan [52]
In 10 ml Acetonitril wird 1 mmol der Azidverbindung gelöst bzw. suspendiert. Hierzu wird
eine Lösung aus 1.5 mmol (0.21 ml) Iodtrimethylsilan zugetropft. Das Einsetzen der Reaktion
wird durch intensive Braunfärbung durch entstehendes Iod angezeigt. Der Reaktionsverlauf
wird durch Dünnschichtchromatographie verfolgt, wobei die Reaktion i. a. nach 30 min
beendet ist.
Dem Reaktionsgemisch wird zum Abfang des entstandenen Iodes 10 %ige Thiosulfatlösung
zugesetzt. Das Produkt wird nach Extraktion mit 30 ml EE, Trocknung der organischen Phase
mit Natriumsulfat und Entfernung des Lösungsmittels in spektroskopischer Reinheit erhalten.
Experimenteller Teil
4.2.5
Ester als C-terminal geschützte Verbindungen
4.2.5.1
Einführung der Methyl-Gruppe [53]
54
10 mmol der Säure werden in 20.2 ml MeOH suspendiert und auf 0 °C gekühlt. Zu dieser
Lösung werden langsam 1.61 ml Thionylchlorid getropft. Anschließend wird die nun klare
Lösung 4 h unter Rückfluß erhitzt, und weitere 24 h bei Raumtemperatur gerührt.
Das Lösungsmittel wird am Rotationsverdampfer entfernt, der Rückstand dreimal in MeOH
aufgenommen und wieder eingeengt. Es verbleibt ein weißer Feststoff, der im Vakuum
getrocknet wird.
4.2.5.2
Einführung der Ethyl-Gruppe
Eine Suspension aus 20 mmol der Säurekomponente in 56.1 ml EtOH wird auf 0 °C gekühlt
und langsam mit 3.9 ml SOCl2 versetzt. Die Lösung wird für vier Stunden unter Rückfluß
erhitzt und anschließend 24 h bei Raumtemperatur gerührt.
Das Lösungsmittel wird am Rotationsverdampfer entfernt, der Rückstand zur Entfernung von
SO2 und HCl dreimal in EtOH aufgenommen und wieder eingeengt. Das Produkt wird in
spektroskopischer Reinheit erhalten.
4.2.5.3
Abspaltung der Alkylgruppe durch alkalische Verseifung
10 mmol des Carbonsäureesters werden in 20 ml MeOH unter Eisbadkühlung mit 22 ml einer
1N NaOH Lösung versetzt. Die Mischung wird für 4 h bei Raumtemperatur gerührt.
Anschließend werden 10 ml 1N HCl Lösung langsam zugegeben.
Das MeOH wird abdestilliert, und die wäßrige Phase unter Eisbadkühlung mit 1N HCl
Lösung auf pH = 1 gebracht. Die Lösung wird für 2 h bei 0°C gerührt, und anschließend noch
8 h bei Raumtemperatur. Am Rotationsverdampfer wird die Lösung fast bis zur Trockene
eingeengt, wobei ein weißer Feststoff ausfällt.
Durch Zugabe von EtOH wird bei der Reaktion entstandenes NaCl komplett ausgefällt, und
kann im Vakuum abgesaugt werden. Die freie Säure wird durch Ausfällen mit Diethylether
erhalten.
Experimenteller Teil
4.2.6
N-terminal geschützte Verbindungen
4.2.6.1
Einführung der Boc-Schutzgruppe [54]
55
0.1 mol der entsprechenden Aminosäure werden in einer Lösung von 0.1 mol (8.4 g)
Natriumhydrogencarbonat in 100 ml Wasser suspendiert und mit einer Lösung von 0.1 mol
(24 g) Di-tert.-Butyldicarbonat in 200 ml Dioxan versetzt. Die Mischung wird 12-15 Stunden
bei RT gerührt, am Rotationsverdampfer auf 1/3 eingeengt, mit 100 ml Diethylether versetzt
und dann unter Eisbadkühlung mit verdünnter Salzsäure auf pH 1 angesäuert. Im
Scheidetrichter werden die Phasen getrennt, die Etherphase erst mit gesättiger NaCl-Lösung,
dann mit Wasser gewaschen und anschließend über Natriumsulfat getrocknet. Nach Entfernen
des Lösungsmittels am Rotationsverdampfer wird das entstandene Produkt im Vakuum
getrocknet.
4.2.6.2
Abspaltung der Boc-Schutzgruppe
4.2.6.2.1
Abspaltung mit TFA [55]
Die Boc-geschützte Verbindung wird in möglichst wenig DCM gelöst, und mit dem gleichen
Volumen TFA versetzt. Das Gemisch wird 3 h bei Raumtemperatur rührt, und anschließend
das Lösungsmittel am Rotationsverdampfer entfernt. Zur Entfernung der TFA wird der
Rückstand mehrmals in DCM aufgenommen und das Lösungsmittel wieder entfernt. Das
meist ölige Produkt wird ohne weitere Reinigung direkt in die Synthese eingesetzt.
4.2.6.2.2
Abspaltung mit Dioxan/HCl [54,56]
Die geschützten Aminoverbindungen werden mit 10 ml gesättigter Dioxan/HCl- Lösung pro 1
mmol Boc-Peptid versetzt und zwei Stunden bei RT gerührt. Anschließend wird das
Lösungsmittel am Rotationsverdampfer entfernt. Zur Reinigung setzt man noch dreimal
MeOH zu und entfernt wiederum im Vakuum das Lösungsmittel. Der verbleibende, meist
ölige Rückstand wird ohne weitere Reinigung umgesetzt.
4.2.6.3
Einführung der Fmoc-Schutzgruppe [57]
Es wurden 7.58 mmol der Aminoverbindung werden in 10 ml Dioxan gelöst, und mit 21 ml
einer Natriumhydrogencarbonatlösung (10 %) versetzt. Unter Eisbadkühlung wird eine
Experimenteller Teil
56
Lösung von 7.58 mmol Fmoc-Cl in 20 ml Dioxan zugegeben. Das Reaktionsgemisch wird
weitere 3 h unter Kühlung gerührt, bevor es sich langsam auf RT erwärmt. Nach weiteren 10
h wird die Lösung auf 300 ml Wasser gegossen und mit Hexan extrahiert. Die wäßrige Phase
wird mit konzentrierter Salzsäure angesäuert und dreimal mit je 150 ml EE extrahiert. Die
organische Phase wird mit Natriumsulfat getrocknet und im Vakuum eingeengt. Zur
Reinigung des Produktes wird eine Filtriersäule zunächst mit Hexan betrieben, und das
Produkt mit CHCl3 /MeOH (10:1) eluiert.
4.2.7
Kopplungsreaktionen
4.2.7.1
Kopplung mit DEPC [12]
Zu einer eisgekühlten Lösung von 4.0 mmol der mit Boc-N-terminal geschützten Aminosäure
und 4.0 mmol des Aminosäuremethylesters in 10 ml DMF werden 4.4 mmol DEPC und 8.4
mmol TEA gegeben. Die Reaktionslösung wird 1 h bei 0°C und anschließend bei
Raumtemperatur weitere 3 h gerührt. Anschließend wird die Reaktionslösung mit 10 ml
Wasser verdünnt und dreimal mit je 10 ml EE extrahiert. Die organische Phase wird mit
10%iger NaHSO4 -Lösung, Wasser, 10%iger Kaliumhydrogensulfatlösung und Wasser
gewaschen. Anschließend wird die organische Phase mit Natriumsulfat getrocknet. Nach
Entfernen des Lösungsmittels am Rotationsverdampfer resultiert zumeist ein weißer Feststoff,
der in EE-PE umkristallisiert wird, und im Ölpumpenvakuum getrocknet wird.
Im Falle schwer löslicher Oligomere erfolgt die Aufarbeitung, da sie in der organischen Phase
sehr schlecht löslich sind, durch direktes Ausfällen mit Wasser aus der Reaktionslösung. Das
Produkt wird in einer Glasfilterfritte analog zu oben gewaschen, und anschließend getrocknet.
4.2.7.2
Kopplung mit DCC [20]
Jeweils 20 mmol der Aminosäuren, C- oder N-terminal geschützt, werden in 21 ml DCM
gelöst. Nach Zugabe von 3.1 mmol (0.374 g) DMAP wird die Lösung auf 0 °C herunter
gekühlt. 20 mmol (4.146 g) DCC werden in 10 ml DCM gelöst und langsam zum
Reaktionsgemisch getropft. Die Reaktionslösung wird langsam auf Raumtemperatur erwärmt
und weitere 4 d gerührt. Nach Zugabe von 130 ml Diethylether wird der Feststoff des
Cyclohexylharnstoffderivates über eine G4 Glasfilterfritte abfiltriert. Das Rohprodukt wird
durch Einengen des Filtrates am Rotationsverdampfer erhalten. Häufig ist allerdings eine
chromatographische Trennung zur Entfernung des Cyclohexylderivates erforderlich.
Experimenteller Teil
4.2.7.3
57
Kopplung mit CAEE [13]
16.4 mmol der N-terminal geschützten Aminosäure werden in 140 ml Essigester vorgelegt
und auf 0 °C gekühlt. Es werden 2.46 ml NMM und 2.46 ml CAEE zugegeben, wobei sich
die Lösung erheblich trübt. Die Lösung wird unter Kühlung weitere 30 min gerührt. Die
C-terminal geschützte Aminosäure wird in 10 ml gelöst und langsam zu getropft. Das
Reaktionsgemisch kann langsam auf Raumtemperatur erwärmt werden, und wird für 24 h
weiter gerührt. Der entstandene Feststoff wird über eine G4 Glasfilterfritte im Vakuum
abfiltriert. Die organische Phase wird zweimal mit ges. Natriumhydrogencarbonatlösung, und
jeweils einmal mit ges. Natriumchloridlösung, 10 %iger Kaliumhydrogencarbonatlösung und
abschließend noch einmal mit der Natriumchloridlösung ausgeschüttelt. Nachdem die
organische Phase über Natriumsulfat getrocknet wurde, wird sie am Rotationsverdampfer bis
zur Trockene eingeengt, so daß das Produkt erhalten wird.
4.2.7.4
Kopplung mit EDC [14]
4 mmol der Säurekomponente werden in 30 ml DMF gelöst, mit 1 eq HOBT versetzt und auf
0 °C gekühlt. Nach Zugabe von 4 mmol EDC wird das Reaktionsgemisch auf RT erwärmt
und weitere 1.5 h gerührt. Anschließend wird eine Lösung aus 4 mmol der Aminoverbindung
und 1.81 ml NMM in 10 ml DMF zugetropft. Die Lösung wird zur Reaktion weitere 18 h
gerührt, und nachfolgend auf 100 ml Wasser gegossen. Das Produkt fällt entweder als
Feststoff aus, der abfiltriert und getrocknet wird, oder aber die Reaktionsmischung wird mit
EE extrahiert. In diesem Falle wird die organische Phase wie unter 4.2.7.3 beschrieben weiter
behandelt.
4.2.7.5
Kopplung mit T3P [54]
Zu einer auf 0 °C gekühlten Lösung aus je 10 mmol der Aminokomponente und der
Säureverbindung in 90 ml DCM werden 2.2 ml NMM gegeben. Anschließend werden
langsam 8.64 ml T3P-Lösung (50 % in EE) zugetropft. Das Reaktionsgemisch wird auf RT
erwärmt und über Nacht gerührt. Das Lösungsmittel wird am Rotationsverdampfer entfernt,
und der verbleibende Rückstand in EE aufgenommen. Die organische Phase wird mit ges.
Natriumhydrogencarbonatlösung, Kaliumhydrogensulfatlösung (10 %) und ges. Natriumchloridlösung gewaschen, mit Natriumsulfat getrocknet und im Vakuum bis zur Trockene
eingeengt.
Experimenteller Teil
4.2.8
Festphasenreaktionen
4.2.8.1
Abspaltung der Fmoc-Schutzgruppe [58]
58
100 mg Fmoc-Gly-Wang-Harz werden in einer Schüttelente mit Glasfilterfritte vorgelegt und
mit 18 ml einer Mischung aus Piperidin/DMF (1:4) 3 min geschüttelt. Die Flüssigkeit wird
abgesaugt. Das Harz wird mit der gleichen Mischung ein weiteres Mal 7 min behandelt.
Anschließend folgen Waschvorgänge über je 0.5 min mit DCM (2×), DMF (2×), Isopropanol
(2×), DMF (2×) und DCM (3×).
4.2.8.2
Kopplung mit PyBOP [59]
Die in der Schüttelente entschützte Aminokomponente wird in einer Mischung aus
DCM/DMF (1:2) aufgequollen und mit der N-terminal geschützten Säureverbindung versetzt.
Weiterhin wird das Kopplungsreagenz im geringen Überschuß (1.3 eq) bezogen auf die
Säureverbindung zugegeben. Nach weiteren 2 min wird die Hilfsbase DIEA hinzugefügt und
die Kopplung unter Schütteln so belassen. Zur Beendigung wird die Reaktionslösung
abgesaugt, und das Harz nach dem oben beschriebenen Programm gewaschen.
4.2.8.3
Abspaltung vom Harz [60]
Die beladenen Harzkügelchen werden in einen Rundkolben überführt, mit einer Mischung
DCM/TFA (2:1) versetzt und 1 h gerührt. Über eine Glasfilterfritte (G4) wird das Harz von
dem in Lösung befindlichen Produkt getrennt. Das Harz wird mit reichlich DCM gespült. Das
organische Lösungsmittel und TFA-Reste werden im Vakuum entfernt. Gegebenenfalls muß
das Produkt chromatographisch aufgereinigt werden.
Experimenteller Teil
4.3
Synthesen
4.3.1
Synthesen zur 1,2 Verknüpfung des Pyrrolidins
4.3.1.1
(2S,4R)-4-Hydroxypyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (2)
59
Die Durchführung der Esterdarstellung erfolgt nach AAV 4.2.5.1.
0.131 mol (17.16 g)
(2S,4R)-4-Hydroxypyrrolidin-2-carbonsäure (1)
600 ml
MeOH
49 ml
Thionylchlorid
Ausbeute:
18.62 g (0.128 mol, 98 %)
Das Produkt liegt als weißer Feststoff isoliert.
1
H-NMR (200 MHz, d6 -DMSO) δ = 5.50 (br. s, NH, 1), 4.48-4.39 (m, H(2, 4), 2), 3.75 (s,
CH3 , 3), 3.35 (dd, H(5x), 1, J = 12.05 Hz, 4.27 Hz), 3.13 (br. d, H(5y), 1, J = 12.30 Hz), 2.26
(dd, H(3x), 1, J = 13.43 Hz, 7.40 Hz), 2.04 (ddd, H(3y), 1, J = 13.50 Hz, 10.98 Hz, 4.33 Hz)
C-NMR (200 MHz, d6 -DMSO) δ = 168.95 (COO), 68.57 (C4), 57.49 (C2), 53.28 (C5),
13
52.85 (CH3 ), 37.25 (C3)
MS (EI, 70 eV): 145 (2), 101 (6), 86 (100), 68 (28), 58 (11), 41 (29), 38 (13), 36 (44), 30 (23),
28 (13)
4.3.1.2
(2S,4R)-4-Methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylestser (3)
Die Einführung der Schutzgruppe erfolgt gemäß der AAV 4.2.6.1.
0.128 mol (18.62 g)
(2S,4R)-4-Hydroxypyrrolidin-2-carbonsäure (1)
11.62 g
Natriumhydrogencarbonat
135 ml
Wasser
33.3 g
Boc2 O
200 ml
Dioxan
Ausbeute:
20.99 g (0.105 mol, 82 %)
Die geschützte Verbindung wird als weiße Feststoff gewonnen.
1
H-NMR (200 MHz, d6 -DMSO) δ = 5.07 (d, H(2), 1, J = 3.51 Hz), 4.24 (br. s, H(4), 1), 3.64,
3.61 (s, CH3 , 3), 3.42-3.23 (m, H(5), 2), 2.15-2.05 (m, H(3x), 1), 1.92-1.83 (m, H(3y), 1),
1.38, 1.32 (s, Boc, 9)
C-NMR (200 MHz, d6 -DMSO) δ = 173.48, 173.04 (COO), 153.93, 153.19 (OCO), 79.21,
13
79.13 (C(CH3 )3 ), 68.68, 67.97 (C4), 57.86, 57.57 (C2), 54.87, 54.59 (C5), 51.96, 51.90
Experimenteller Teil
60
(OCH3 ), 38.90, 38.09 (C3), 28.23, 28.02 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 245 (2), 227 (2), 186 (32), 144 (24), 130 (66), 86 (87), 68 (18), 57 (100), 41
(37), 29 (20)
4.3.1.3
(2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (4)
Die Einführung der Schutzgruppe erfolgt gemäß der AAV 4.2.6.1.
0.10 mol (13.10 g)
(2S,4R)-4-Hydroxypyrrolidin-2-carbonsäure (1)
8.8 g
Natriumhydrogencarbonat
100 ml
Wasser
8.8 g
Boc2 O
150 ml
Dioxan
Ausbeute:
22.64 g (0.098 mol, 98 %)
Das Produkt wird in Form eines weißen Feststoffes erhalten.
1
H-NMR (200 MHz, d6 -DMSO) δ = 4.98 (br. s, OH, 0.8), 4.24-4.12 (m, H(2), 1), 3.91-3.81
(m, H(4), 1), 3-42-3-31 (m, H(5x), 1), 3.12-3.02 (m, H(5y), 1), 1.91-1.83 (m, H(3), 2), 1.36,
1.31 (s, Boc, 9)
C-NMR (200 MHz, d6 -DMSO) δ = 176.53 (COOH), 154.36, 153.94 (OCO), 129.06, 128.37
13
(C(CH3 )), 77.63, 77.48 (C4), 68.75, 68.01 (C2), 60.56, 60.34 (C5), 54.57, 54.24 (C3), 28.54,
28.42 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 231 (2), 186 (9), 158 (6), 130 (27), 86 (58), 68 (8), 56 (91), 44 (94), 41 (100),
39 (71), 28 (29)
4.3.1.4
(2S,4R)-4-Methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (5)
4.3.1.4.1
aus der Hydroxycarbonsäure (4)
Die Reaktion wird nach AAV 4.2.3 durchgeführt.
25.0 mmol (5.781 g)
(2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (4)
25.0 mmol (0.323 g)
Natriumhydrid als Ölsuspension (55 - 65 %)
255 ml
THF
25.0 mmol (7.136 g, 3.12 ml)Iodmethan
240 ml
Ausbeute:
MeOH
5.212 g (21.25 mmol, 85 %)
Experimenteller Teil
4.3.1.4.2
61
aus dem Hydroxycarbonsäuremethylester (3)
Die Reaktion wird nach AAV 4.2.3 durchgeführt.
4.0 mmol (5.781 g)
(2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (3)
4.2 mmol (0.192 g)
Natriumhydrid als Ölsuspension (55 - 65 %)
40 ml
THF
4.2 mmol (0.284 g, 0.13 ml) Iodmethan
40 ml
Ausbeute:
MeOH
0.657 g (2.68 mmol, 67 %)
Es resultiert ein hochviskoses oranges Öl.
1
H-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 4.42 (t, H(4), 0.61, J =7.28 Hz), 4.32 (t, H(2), 0.39, J =7.53
Hz), 3.85 (m, H(4), 1), 3.66-3.44 (m, H(5), 2), 3.31 (s, OCH3 , 3), 2.41-2.34 (m, H(3x), 1),
2.26-2.19 (m, H(3y), 0.62), 2.13-2.05 (m, H(3y), 0.38), 1.42, 1.35 (s, Boc, 9)
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 177.66, 173.59 (COOH), 156.64 (OCO), 82.09,80.69
13
(C(CH3 )3 ), 78.10 (C4), 58.00, 57.76 (C2), 56.72 (OCH3 ), 51.73, 50.96 (C5), 36.33, 33.73
(C3), 28.34, 28.25 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 259 (0.2), 200 (2), 144 (38), 100 (42), 87 (5), 68 (38), 57 (100), 41 (44), 29
(24)
Rf (Hexan/EE/HAc, 100:100:1) = 0.07
4.3.1.5
Darstellungsversuch von (2S,4R)-4-Methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure
mit DMS
In einem 50 ml Dreihalskolben, mit Rückflußkühler und Tropftrichter bestückt, werden 4.08
mmol (0.944 g) (2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (4) in 8 ml Wasser
gelöst. Mit 0.5 molarer Natronlauge wird ein pH-Wert von 8 eingestellt. Die Reaktionslösung
wird auf 65 °C erwärmt und tropfenweise mit 4.64 mmol (0.586 g, 0.44 ml) Dimethylsulfat
versetzt. Während der Reaktion wird der pH-Wert kontrolliert und durch weitere Zugabe von
Natronlauge in dem zuvor eingestellten Bereich gehalten. Die Reaktion wird nach einer
Stunde durch Entfernen der flüssigen Reaktanten abgebrochen. Es konnte kein Produkt
isoliert werden.
Experimenteller Teil
4.3.1.6
62
(2S,4R)-4-Methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (6)
Die Reaktion wird nach AAV 4.2.3 durchgeführt.
12.24 mmol (2.831 g)
(2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (4)
49 mmol (0.646 g)
Natriumhydrid als Ölsuspension (55 - 65 %)
90 ml
DMF
49 mmol (6.949 g, 3.04 ml) Iodmethan
120 ml
Ausbeute:
1
MeOH
2.283 g (8.81 mmol, 72 %) eines braunen Öles.
H-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 4.32 (2×t, H(2), 1, J = 7.65 Hz), 3.93 (br. s, H(4), 1), 3.70 (s,
OOCH3 , 3), 3.63-3.45 (m, H(5), 2), 3.29 (s, OCH3 , 3), 2.35-2.24 (m, H(3x), 1), 2.05-1.98 (m,
H(3y), 1), 1.43, 1.38 (s, Boc, 9)
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 173.61 (COO), 153.50 (OCO), 80,14 (C(CH3 )), 78.77,
13
78.11 (C4), 57.94, 57.53 (C2), 56.68 (OCH3 ), 52.16, 51.95 (C5), 51.55, 50.92 (OOCH3 ),
36.347, 35.12 (C3), 28.37, 28.23 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 259 (2), 200 (23), 158 (14), 144 (46), 100 (76), 58 (25), 57 (100), 41 (32), 29
(15)
Rf (PE/EE, 9:1) = 0.08
4.3.1.7
(2S,4R)-4-Methoxypyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (7)
4.3.1.7.1
aus dem Methylester (6)
Die Boc-Schutzgruppe wird mit TFA nach der AAV 4.2.6.2.1 abgespalten.
8.2 mmol (2.127 g)
(2S,4R)-4-Methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (6)
8 ml
Ausbeute:
4.3.1.7.2
TFA/DCM, 1:1
2.126 g (8.2 mmol, 100 %)
aus der Säure (5)
Die Durchführung der Esterdarstellung erfolgt nach AAV 4.2.5.1.
5.0 mmol (1.165 g)
(2S,4R)-4-Methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (5)
22 ml
MeOH
1.6 ml
Thionylchlorid
Ausbeute:
0.696 g (4.47 mmol, 95 %) eines viskosen braunen Öles.
Experimenteller Teil
1
63
H-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 9.05 (br. s, NH, 1), 4.45 (dd, H(2), 1, J = 11.04 Hz, 7.03 Hz),
4.11 (br. t, H(4), 1), 3.77 (s, OOCH3 , 3), 3.62 (dd, H(5x), 1, J = 12.55 Hz, 4.51 Hz), 3.46 (d,
H(5y), 1, J = 12.55 Hz), 3.28 (s, OCH3 , 3), 2.48 (dd, H(3x), 1, J = 13.55 Hz, 7.03 Hz), 2.16
(ddd, H(3y), 1, J = 13.68 Hz, 11.17 Hz, 4.64 Hz)
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 168.82 (COO), 78.37 (C4), 58.17 (C1), 56.59 (OCH3 ),
13
53.30 (OOCH3 ), 50.34 (C5), 34.39 (C3)
MS (EI, 70 eV): 159 (2), 100 (100), 69 (54), 68 (52), 51 (18), 45 (51), 41 (37), 28 (16)
Rf (CHCl3 /MeOH, 10:1) = 0.44
4.3.1.8
(2S,4R)-4-Methoxy-1-((2S,4R)-4-methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonyl)pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (8)
Die Kopplung mit DEPC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
6.0 mmol (0.954 g)
(2S,4R)-4-Methoxypyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (7)
6.0 mmol (1.699 g)
(2S,4R)-4-Methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (5)
15 ml
DMF
6.6 mmol (1.077 g, 1.0 ml)
DEPC
12.6 mmol (1.275 g, 1.75 ml)TEA
Ausbeute:
1.429 g (3.7 mmol, 62 %)
Das Produkt wird in Form eines viskosen gelben Öles isoliert.
1
H-NMR (600 MHz, CDCl3 ) δ = 4.60-4.45 (m, H(2), 2), 4.11-4.04 (m, H(4), 1.8), 3.97-3.91
(m, H(4, 5), 1.3), 3.70, 3.69 (2×s, OOCH3 , 3), 3.71-3.46 (m, H(5), 2.9), 3.31, 3.30, 3.29, 3.28
(4×s, OCH3 , 6), 2.29-2.10 (m, H(3), 4), 1.42, 1.37 (2×s, Boc, 9)
C-NMR (600 MHz, CDCl3 ) δ = 172.73, 172.53, 171.57, 171.36 (CO),154.47, 153.79
13
(OCO), 79.16, 79.06, 78.79, 78.47 (C4), 57.77, 57.73, 56.60, 56.43 (C2), 56.84, 56.81, 56.76,
56.71 (OCH3 ), 52.29, 52.20 (OOCH3 ), 51.65, 51.36, 50.99, 50.93 (C5), 35.90, 34.81, 34.34,
34.17 (C3), 28.44, 28.28 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 386 (0.3), 313 (4), 200 (11), 158 (10), 144 (65), 100 (100), 68 (31), 57 (83),
41 (31), 29 (14)
4.3.1.9
(2S,4R)-4-Methoxy-1-((2S,4R)-4-methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonyl)pyrrolidin-2-carbonsäure (9)
Der Ester wird gemäß AAV 4.2.5.3 durch alkalische Verseifung gespalten.
Experimenteller Teil
2.0 mmol (0.773 g)
Dimer (8)
4.0 ml
MeOH
4.4 ml
1 M NaOH
2.0 ml
1 M HCl
Ausbeute:
1
64
0.655 g (1.76 mmol, 88 %) eines braunen Öles.
H-NMR (200 MHz, d6 -DMSO) δ = 4.50-4.33 (m, H(2), 0.9), 4.15-3.84 (m, H(2, 4), 3.1),
3.70-3.12 (m, H(5), OMe, 10), 2.31-1.76 (m, H(3), 4), 1.37, 1.29 (s, Boc, 9)
MS (EI, 70 eV): 372 (0.3), 355 (2), 254 (12), 224 (5), 200 (11), 154 (11), 144 (53), 100 (100),
68 (31), 57 (87), 41 (54), 29 (24)
4.3.1.10
(2S,4R)-4-Methoxy-1-((2S,4R)-4-methoxy-pyrrolidin-2-carbonyl)-pyrrolidin2-carbonsäuremethylester (10)
Die Boc-Schutzgruppe wird mit TFA nach der AAV 4.2.6.2.1 abgespalten.
0.85 mmol (0.328 g)
Dimer (8)
1 ml
TFA/DCM, 1:1
Ausbeute:
1
0.243 g (0.85 mmol, 100 %)
H-NMR (200 MHz, d-CH3 OD) δ = 4.83-4.41 (m, H(2), 2), 4.22-3.89 (m, H(4), 2), 3.69, 3.67
(s, OOCH3 , 3), 3.35, 3.32 (s, OCH3 , 6), 3.57-2.97 (m, H(5), 4), 2.62-2.31 (m, H(3x), 2), 2.071.89 (m, H(3y), 2)
Das Rohprodukt wird ohne weitere Reinigung direkt in die Kopplungsreaktion eingesetzt.
4.3.1.11
(2S,4R)-4-Methoxy-1-[(2S,4R)-4-Methoxy-1-((2S,4R)-4-methoxy-1-Bocpyrrolidin-2-carbonyl)-pyrrolidin-2-carbonyl]-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (11)
Die Kopplung mit DEPC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
0.3 mmol (0.086 g)
Dimer (10)
0.3 mmol (0.074 g)
Monomer (5)
0.75 ml
DMF
0.33 mmol (0.054 g, 0.05 ml)DEPC
0.63 mmol (0.064 g, 0.09 ml)TEA
Ausbeute:
1
0.083 g (0.16 mmol, 54 %) eines tief braunen Öles.
H-NMR (600 MHz, CDCl3 ) δ = 4.77-4.36 (m, H(2), 3), 4.29-3.98 (m, H(4), 3), 3.95-3.46 (m,
H(5), 6), 3.69, 3.68 (2×s, OOCH3 , 3), 3.31, 3.30, 3.29, 3.28, 3.27, 3.26, 3.25 (7×s, OCH3 , 9),
Experimenteller Teil
65
2.39-1.94 (m, H(3), 6), 1.40, 1.36 (2×s, Boc, 9)
C-NMR (600 MHz, CDCl3 ) δ = 173.55, 172.53, 171.43, 171.24, 170.96, 170.80, 170.64
13
(CO),154.50, 153.85 (OCO), 79.44, 79.15, 79.10, 78.58, 78.50, 78.40 (C4), 57.57, 57.53,
56.46 (C2), 56.92, 56.90, 56.85, 56.81, 56.71, 56.64, 56.62, 56.56 (C2, OCH3 ), 52.22, 52.20
(OOCH3 ), 51.67, 51.37, 51.11, 51.05, 51.03, 51.01 (C5), 35.76, 34.74, 34.24, 33.86, 33.82
(C3), 28.43, 28.30 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 513 (2), 313 (5), 254 (7), 214 (9), 144 (43), 100 (100), 68 (24), 57 (57), 41
(34), 29 (13)
4.3.1.12
(2S,4R)-4-Methoxy-1-{(2S,4R)-4-Methoxy-1-[(2S,4R)-4-Methoxy-1-((2S,4R)4-methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonyl)-pyrrolidin-2-carbonyl]-pyrrolidin2-carbonyl}-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (12)
Die Kopplung mit DEPC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
0.5 mmol (0.143 g)
Dimer (10)
0.5 mmol (0.186 g)
Dimer (9)
1.25 ml
DMF
0.55 mmol (0.090g, 0.08 ml) DEPC
1.05 mmol (0.106 g, 0.15 ml)TEA
Ausbeute:
1
0.186 g (0.29 mmol, 58 %) eines hochviskosen braunen Öles.
H-NMR (600 MHz, CDCl3 ) δ = 4.77-4.38 (m, H(2), 4), 4.26-3.90 (m, H(4), 4), 3.70, 3.68,
3.67 (3×s, OOCH3 , 3), 3.79-3.46 (m, H(5), 8), 3.311, 3.309, 3.302, 3.294, 3.291, 3.282, 3.275,
3.265, 3.263 (9×s, OCH3 , 6), 2.27-1.99 (m, H(3), 8), 1.42, 1.41, 1.37, 1.36 (4×s, Boc, 9)
C-NMR (600 MHz, CDCl3 ) δ = 172.52, 172.49, 171.20, 171.06, 170.61, 170.56, 170.25,
13
170.11 (CO),154.49, 154.18, 153.90, 153.76 (OCO), 79.81, 79.40, 79.14, 78.95, 78.94, 78.62,
78.55, 78.46 (C4), 57.58, 57.54, 56.98, 56.93, 56.84, 56.82, 56.79, 56.77, 56.74, 56.71, 56.65,
56.63, 56.58, 56.53, 56.52, 56.48, 56.41 (C2, OCH3 ), 52.24, 52.20 (OOCH3 ), 51.76, 51.63,
51.48, 51.40, 51.34, 51.22, 51.02, 50.99 (C5), 35.89, 35.77, 34.81, 34.77, 34.34, 34.31, 34.24,
34.21, 34.17, 33.89, 33.82, 33.75 (C3), 28.54, 28.32, 28.26, 27.95 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 640 (1), 440 (3), 355 (6), 254 (12), 182 (6), 144 (29), 100 (100), 68 (26), 57
(49), 41 (46), 29 (11)
Experimenteller Teil
4.3.1.13
66
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (15) [61]
Die Reaktion wird nach AAV 4.2.3 durchgeführt.
25 mmol (1.310 g)
(2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (4)
49 mmol (0.646 g)
Natriumhydrid als Ölsuspension (55 - 65 %)
255 ml
THF
25 mmol (4.250 g, 2.97 ml) Benzylbromid
200 ml
MeOH
Ausbeute: 6.691 g (20.8 mmol, 83 %)
Das Produkt wird als weißer Feststoff isoliert.
1
H-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 7.35-7.25 (m, Ar H, 5), 4.54-4.35 (m, CH2 , H(2), 3), 4.16
(m, H(4), 1), 3.71 (d, H(5), 0.5, J = 11.54 Hz), 3.60-2.47 (m, H(5), 1.5), 2.46-2.26 (m, H(3),
1.5), 2.15-2.08 (m, H(5), 0.5), 1.46, 1.40 (s, Boc, 9)
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 178.25, 174.41 (COOH), 156.63 (OCO), 137.65, 128,51,
13
127.89, 127.61 (Ar C), 81.90 (C(CH3 )3 ), 76.21, 75.98 (C4), 71.30, 71.15 (CH2 ), 58.01, 57.87
(C2), 52.00, 51.35 (C5), 36.67, 34.37 (C3), 28.32, 28.23 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 321 (0.3), 265 (2), 220 (36), 176 (33), 130 (14), 115 (26), 107 (13), 91 (94),
57 (100), 41 (29), 29 (14)
Rf (Hexan/EE/HAc, 100:100:1) = 0.17
4.3.1.14
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (16)
Die Reaktion wird nach AAV 4.2.3 durchgeführt.
20 mmol (4.905 g)
(2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (3)
29.2 mmol (0.386 g)
Natriumhydrid als Ölsuspension (55 - 65 %)
155 ml
DMF
29.2 mmol (4.99 g, 3.48 ml) Benzylbromid
180 ml
MeOH
Ausbeute: 1.555 g (4.6 mmol, 36 %) eines weißen Feststoffes
1
H-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 7.35-7.22 (m, Ar H, 5), 4.55-4.29 (m, H(2), CH2 , 3), 4.19-
4.09 (br. m, H(4), 1), 3.77-3.45 (m, H(5), 2), 3.69 (s, OCH3 , 3), 2.44-2.25 (m, H(3x), 1), 2.101.97 (m, H(3y), 1), 1.43, 1.39 (s, Boc, 9)
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 173.59, 173.35 (COO), 154.39, 153.80 (OCO), 137.67,
13
133.28, 129.63, 128.44, 128.24, 127.78, 127.52 (Ar C), 80.23 (C(CH3 )3 ), 75.98 (OCH2 ),
Experimenteller Teil
67
71.17, 71.06 (C4), 58.00, 57.58 (C2), 52.15, 51.84 (OOCH3 ), 51.95, 51.31 (C5), 36.65, 35.52
(C3), 28.32, 28.19 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 335 (1), 276 (11), 234 (9), 220 (29), 176 (45), 129 (24), 105 (7), 91 (58), 68
(20), 57 (100), 41 (22), 29 (12)
Rf (Hexan/EE/HAc, 100:100:1) = 0.52
4.3.1.15
(2S,4R)-4-Benzyloxypyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (17)
4.3.1.15.1 aus der Säure (15)
Die Durchführung der Esterdarstellung erfolgt nach AAV 4.2.5.1.
5.0 mmol (1.665 g)
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (15)
22 ml
MeOH
1.6 ml
Thionylchlorid
Ausbeute:
1.258 g (4.04 mmol, 81 %)
4.3.1.15.2 aus dem Ester (16)
Die Boc-Schutzgruppe wird mit TFA nach der AAV 4.2.6.2.1 abgespalten.
4.6 mmol (1.555 g)
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (16)
11 ml
Ausbeute:
TFA/DCM, 1:1
1.082 g (4.6 mmol, 100 %)
Man erhält ein braunes, hochviskoses Öl, welches als Rohprodukt bei den Kopplungsversuchen eingesetzt wird.
1
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 9.57 (br. s, NH, 1), 7.30 (br. s, Ar H, 5), 4.65-4.39 (m, H(2),
CH2 , 3), 4.30 (br. s, H(4), 1), 3.92-3.46 (m, H(5), 2), 3.78 (s, CH3 , 3), 2.49 (dd, H(3x), 1,
J = 6.78 Hz, 13.30 Hz), 2.36-2.12 (m, H(3y), 1)
MS (EI, 70 eV): 335 (0.2), 176 (55), 129 (9), 115 (18), 101 (10), 91 (100), 86 (17), 68 (39),
65 (14), 51 (16), 45 (31), 41 (22), 28 (18)
4.3.1.16
(2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäurebenzylester (13)
Die Durchführung der Esterdarstellung erfolgt nach AAV 4.2.2.
4.08 mmol (0.944 g)
(2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (4)
10 mmol (1.382 g)
Kaliumcarbonat
20 ml
Aceton
Experimenteller Teil
5 ml
68
DMF
10 mmol (1.710 g, 1.19 ml) Benzylbromid
Es resultiert ein hochviskoses gelbes Öl, das mit 100 ml Hexan ausgerührt wird. Die
Hexanphase wird abdekantiert, und der Vorgang noch zweimal wiederholt, bis ein weißer
Feststoff verbleibt.
Ausbeute: 0.970 g (3.18 mmol, 78 %)
1
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 7.35 (br. s, Ar H, 5), 5.21-5.06 (m, CH2 , 2), 4.48-4.42 (m,
H(2,4), 2), 3.61-3.49 (m, H(5), 2), 2.37-2.23 (m, H(3x), 1), 2.12-1.98 (m, H(3x), 1), 1.45, 1.34
(s, Boc, 9)
C-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 172.91, 172.62 (COO), 153.92 (OCO), 133.26, 129.55,
13
128.55, 128.28 (Ar C), 80.26, 80.11 (C(CH3 )3 ), 69.93, 69.23 (C4), 66.69 (CH2 ), 57.98, 57.69
(C2), 54.60 (C5), 39.11, 38.37 (C3), 28.31, 28.14 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 321 (1), 186 (26), 130 (54), 91 (58), 86 (84), 68 (14), 57 (100), 41 (24), 29
(15)
4.3.1.17
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäurebenzylester (14)
Die Reaktion wird nach AAV 4.2.3 durchgeführt.
4.0 mmol (1.310 g)
(2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäurebenzylester (13)
8.2 mmol (0.108 g)
Natriumhydrid als Ölsuspension (55 - 65 %)
25 ml
THF abs.
10.0 mmol (1.710 g, 1.19 ml)Benzylbromid
30 ml
MeOH
Ausbeute: 1.202 g (2.92 mmol, 73 %) eines weißen Feststoffes.
1
H-NMR (200 MHz, d6 -DMSO) δ = 7.66-7.61 (m, Ar H, 2), 7.53-7.47 (m, Ar H, 3), 7.34 (br.
d, Ar H, 5), 5.12 (br. s, OOCH2 , 2), 4.79 (br. s, OCH2 , 2), 4.29-4.19 (m, H(2, 4), 2), 3.51-3.22
(m, H(5), 2), 2.21-2.05 (m, H(3x), 1), 1.97-1.81 (m, H(3y), 1), 1.37, 1.24 (s, Boc, 9)
C-NMR (200 MHz, d6 -DMSO) δ = 172.58, 172.15 (COO), 153.86, 153.15 (OCO), 128.64,
13
128.56, 128.44, 128.31, 128.19, 127.77, 127.67, 126.78, 126.59 (Ar C), 79.39, 79.18
(C(CH3 )3 ), 76.61, 75.81 (C4), 66.29, 66.04 (OOCH2 ), 63.09 (OCH2 ), 57.87, 57.74 (C2),
52.06, 51.75 (C5), 35.93, 35.08 (C3), 28.18, 27.94 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 411 (0.3), 276 (10), 220 (24), 205 (8), 176 (37), 107 (10), 91 (92), 68 (14),
57 (100), 41 (24), 29 (13)
Experimenteller Teil
69
RF(Hexan/TBME/Hac, 300:100:1)= 0.37
4.3.1.18
Darstellungsversuch
von
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-((2S,4R)-4-benzyloxy-
pyrrolidin-2-carbonyl)-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester
4.3.1.18.1 Mit DEPC
Die Kopplung mit DEPC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
4.6 mmol (1.082 g)
(2S,4R)-4-Benzyloxypyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (17)
4.6 mmol (1.478 g)
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (15)
11 ml
DMF
5.1 mmol (0.829 g, 0.77 ml) DEPC
9.7 mmol (0.982 g, 1.35 ml) TEA
11 ml
Wasser
4.3.1.18.2 Mit CAEE
Die Durchführung der Kopplung erfolgt nach AAV 4.2.7.3.
4.6 mmol (1.082 g)
(2S,4R)-4-Benzyloxypyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (17)
4.6 mmol (1.478 g)
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (15)
43 ml
EE
0.69 ml
CAEE
0.69 ml
NMM
4.3.1.18.3 Mit EDC
Die Kopplung mit EDC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
4.6 mmol (1.082 g)
(2S,4R)-4-Benzyloxypyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (17)
4.6 mmol (1.478 g)
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (15)
50 ml
DMF
5.0 mmol (1.914 g)
HOBT
5.0 mmol (0.979 g)
EDC
2.3 ml
NMM
4.3.1.18.4 Mit T3P
Die Durchführung der Kopplung erfolgt nach AAV 4.2.7.5.
4.6 mmol (1.082 g)
(2S,4R)-4-Benzyloxypyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (17)
Experimenteller Teil
4.6 mmol (1.478 g)
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (15)
42 ml
DCM
3.92 ml
T3P (50 % in EE)
0.95 ml
NMM
70
Es konnte bei den Reaktionen 4.3.1.18.1 -4.3.1.18.4 kein Produkt isoliert werden.
4.3.1.19
Darstellungsversuch
von
(2S,4R)-4-Benyzloxy-1-((2S,4R)-4-methoxy-
pyrrolidin-2-carbonyl)-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester
Die Kopplung mit EDC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
4.0 mmol (0.637 g)
(2S,4R)-4-Methoxypyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (15)
4.0 mmol (1.286 g)
(2S,4R)-4-Benzyloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (7)
40 ml
DMF
4.0 mmol (1.531 g)
HOBT
4.0 mmol (0.783 g)
EDC
1.8 ml
NMM
Es findet keine Umsetzung statt. Die eingesetzten Edukte können nach der Reaktion erneut
isoliert werden.
4.3.1.20
Darstellungsversuch
von
(2S,4R)-4-Cholesteryloxy-1-Boc-pyrrolidin-2-
carbonsäure
Die Reaktion wird nach AAV 4.2.3 durchgeführt.
12.3 mmol (2.831 g)
(2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäure (4)
49.0 mmol (0.646 g)
Natriumhydrid als Ölsuspension (55 - 65 %)
125 ml
THF
25.0 mmol (10.110 g)
Cholesterylchlorid
25.0 mmol (4.150 g)
Kaliumjodid
Die Edukte werden wieder erhalten. Auch ein achtfacher Überschuß an Cholesterylchlorid
zeigt keinerlei Auswirkung auf die Bildung des gewünschten Produktes.
Experimenteller Teil
71
4.3.2
Synthesen zur 2,4 Verknüpfung des Pyrrolidins
4.3.2.1
(2S,4R)-4-(p-Tolylsulfonyloxy)-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (18)
In 250 ml Pyridin werden 0.105 mol (20.99 g) (2S,4R)-4-Methoxy-1-Boc-pyrrolidin-2carbonsäuremethylestser (3) unter Argon gelöst und auf – 5 °C gekühlt. Hierzu wird eine
Lösung aus 0.126 mol (24.01 g) Tosylchlorid in 150 ml Pyridin langsam zugetropft. Das
Reaktionsgemisch wird weitere 3 h bei – 5 °C gekühlt und anschließend bis zur Trockene am
Rotationsverdampfer eingeengt. Der verbleibende Rückstand wird in EE aufgenommen, und
die
organische
Phase
mit
gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung
und
Natriumchloridlösung gewaschen. Nach dem Trocknen der organischen Phase über
Natriumsulfat wird das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Es resultiert ein weißer Feststoff.
Ausbeute:
1
35.23 g (0.088 mol, 84 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 7.73 (d, Ar H(2, 6), 2, J = 8.28 Hz), 7.32 (d, Ar H(3, 5), 2,
J = 9.28 Hz), 4.98 (br. s, H(4), 1), 4.32 (q, H(2), 1), 3.67 (s, OCH3 , 3), 3.57-3.53 (m, H(5), 2),
2.53-2.30 (m, H(3x), 1), 2.41 (s, CH3 , 3), 2.17-2.01 (m, H(3y), 1), 1.37, 1.34 (s, Boc, 9) [62]
C-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 172.64, 172.45 (COO), 153.69, 153.04 (OCO), 146.74,
13
145.20, 133.41, 133.24, 130.15, 129.99, 127.62, 126.91 (Ar C), 80.59 (C(CH3 )3 ), 78.97, 78.31
(C4), 57.28, 56.95 (C2), 52.28, 52.11 (C5), 51.74 (OCH3 ), 37.06, 35.92 (C3), 28.06 (3CH3 ),
21.69, 21.55 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 399 (2), 340 (9), 284 (4), 240 (17), 227 (9), 127 (16), 112 (10), 91 (13), 68
(100), 57 (89), 41 (20), 29 (11)
4.3.2.2
(2S,4S)-4-Azido-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (19)
4.3.2.2.1
Aus dem Tosylat (18)
Das Reaktionsgemisch, bestehend aus 0.088 mol (35.23 g) (2S,4R)-4-(p-Tolylsulfonyloxy)-1Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (18), 150 ml DMF und 8.96 g Natriumazid wird 5 h
auf 50 °C erwärmt. Das Lösungsmittel wird anschließend im Hochvakuum entfernt, und der
Rückstand in 150 ml Chloroform aufgenommen. Ein in Lösung verbleibender Rückstand wird
mittels
einer
kurzen
Filtriersäule
entfernt.
Das
Eluat
wird
mit
gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung und Natriumchlorid gewaschen, und die organische Phase
nach Trocknung mit Natriumsulfat am Rotationsverdampfer entfernt.
Ausbeute:
23.19 g (0.086 mol, 98 %) eines orangen, viskosen Öles.
Experimenteller Teil
4.3.2.2.2
72
Aus der Hydoxyverbindung (3)
4.3.2.2.2.1 Mit Natriumazid
Zu einer Lösung aus 20 mmol (4.905 g) (2S,4R)-4-Hydroxy-1-Boc-pyrrolidin-2carbonsäuremethylester (3) in 100 ml DMF werden nacheinander 0.1 mol (6.50 g)
Natriumazid und 20.4 mmol Triphenylphosphin gegeben. Das Reaktionsgemisch wird
anschließend portionsweise mit 20.4 mmol (6.770 g) Tetrabromkohlenstoff langsam versetzt.
Dabei färbt sich die Lösung gelb, und wird weitere 24 h bei Raumtemperatur gerührt. Die
Reaktion wird durch Zugabe von 10 ml MeOH beendet. Die Lösungsmittel werden im
Vakuum entfernt, und der ölige Rückstand in Chloroform aufgenommen. Der Feststoff der
Suspension wird im Vakuum durch eine G4-Glasfilterfritte abfiltriert. Aus dem Filtrat wird
nach Einengen das Rohprodukt in Form eines Öles erhalten. Chromatographische Reinigung
liefert das Produkt.
Ausbeute:
3.622 g (13.4 mmol, 67 %)
4.3.2.2.2.2 Mit Lithiumazid
Ansatz und Durchführung analog zu der Reaktion mit Natriumazid
Ausbeute:
1
1.189 g (4.40 mmol, 22 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 4.45 (2×dd, H(2), 1, J = 8.78 Hz, 4.02 Hz), 4.29-4.17 (br. m,
H(4), 1), 3.87-3.72 (m, H(5x), 1), 3.83 (s, CH3 , 3), 3.61-3.49 (m, H(5y), 1), 2.64-2.45 (m,
H(3x), 1), 2.24 (dt, H(3y), 1, J = 13.64 Hz, 4.33 Hz), 1.55, 1.49 (s, Boc, 9) [16]
C-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 172.24, 171.89 (COO), 154.04, 153.39 (OCO), 80.55
13
(C(CH3 )3 ), 59.37, 58.32 (C4), 57.70, 57.38 (C2), 52.33 (OCH3 ), 51.37, 50.83 (C5), 35.98,
35.11 (C3), 28.32, 28.28 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 270 (0.2), 211 (16), 197 (7), 169 (13), 155 (40), 111 (29), 91 (55), 65 (13),
57 (100), 41 (26), 29 (13)
Rf (Hexan/TBME, 6:1) = 0.09
4.3.2.3
(2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (20)
Die Boc-Schutzgruppe wird mit TFA nach der AAV 4.2.6.2.1 abgespalten.
0.085 mol (22.97 g)
(2S,4S)-4-Azido-1-Boc-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (19)
30 ml
Ausbeute:
TFA/DCM, 1:2
14.46 g (0.085 mmol, 100 %)
Experimenteller Teil
1
73
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 9.70 (br. s, NH, 1), 4.61 (dd, H(2), 1, J = 9.03 Hz, 3.01 Hz),
4.42 (br. s, H(4), 1), 3.85 (s, CH3 , 3), 3.63 (dd, H(5x), 1, J = 12.67 Hz, 4.89 Hz), 3.48-3.42
(m, H(5y), 1), 2.66 (ddd, H(3x), 1, J = 14.24 Hz, 9.10 Hz, 5.21 Hz), 2.50-2.42 (m, H(3y), 1)
MS (EI, 70 eV): 170 (1), 142 (1), 111 (83), 87 (12), 83 (36), 69 (67), 56 (91), 51 (34), 45
(100), 41 (23), 28 (93)
Eine chromatographische Reinigung findet nur für analytische Zwecke statt, ansonsten wird
das Produkt in Form des Rohproduktes in die Kopplungen eingesetzt.
Rf (Hexan/TBME/HAc, 100:200:1) = 0.12
4.3.2.4
Darstellungsversuch
von
(2S,4S)-4-Azido-1-benzoyl-pyrrolidin-2-carbon-
säuremethylester
4.3.2.4.1
Mit Benzoylchlorid
Die Durchführung der Kopplung erfolgt nach AAV 4.2.7.3.
0.047 mol (8.106 g)
(2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (20)
0.047 mol (6.695 g, 5.53 ml) Benzoylchlorid
330 ml
EE
7.15 ml
CAEE
7.15 ml
NMM
4.3.2.4.2
Mit Benzoesäure
Die Durchführung der Kopplung erfolgt nach AAV 4.2.7.3.
0.015 mol (2.553 g)
(2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (20)
0.015 mol (1.830 g)
Benzoesäure
135 ml
EE
2.25 ml
CAEE
2.25 ml
NMM
Es werden in den Reaktionen 4.3.2.4.1 und 4.3.2.4.2 jeweils die Edukte wieder erhalten.
Experimenteller Teil
4.3.2.5
Darstellungsversuch von (2S,4S)-4-Azido-1-(pyridin-3-carbonyl)-pyrrolidin2-carbonsäuremethylester
4.3.2.5.1
Mit DCC
Die Kopplung wird nach AAV 4.2.7.2 durchgeführt.
0.02 mol (3.403 g)
(2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (20)
0.02 mol (2.462 g)
Nicotinsäure (Pyridin-3-carbonsäure)
22 ml
DCM
0.003 mol (0.374 g)
DMAP
0.02 mmol (4.146 g)
DCC in 10 ml Lösungsmittel
4.3.2.5.2
Mit CAEE
Die Durchführung der Kopplung erfolgt nach AAV 4.2.7.3.
0.02 mol (3.403 g)
(2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (20)
0.02 mol (2.462 g)
Nicotinsäure
180 ml
EE
7.0 ml
CAEE
7.0 ml
NMM
4.3.2.5.3
Mit EDC
Die Kopplung mit EDC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
0.02 mol (3.403 g)
(2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (20)
0.02 mol (2.462 g)
Nicotinsäure
100 ml
DMF
10.0 mmol (3.828 g)
HOBT
10.0 mmol (1.958 g)
EDC
4.52 ml
NMM
4.3.2.5.4
74
Mit DEPC
Die Kopplung mit DEPC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
0.02 mol (3.403 g)
(2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (20)
0.02 mol (2.462 g)
Nicotinsäure
50 ml
DMF
Experimenteller Teil
75
0.022 mol (3.585 g, 3.33 ml) DEPC
0.042 mol (4.241 g, 5.83 ml) TEA
50 ml
Wasser
Es werden in den Reaktionen 4.3.2.5.1 und 4.3.2.5.4 jeweils die Edukte wieder erhalten.
4.3.2.6
(2S,4S)-4-Azido-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (21a)
Die Kopplung mit EDC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
30.0 mmol (5.106 g)
(2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (20)
30.0 mmol (4.32 g, 4.74 ml) Oktansäure (Caprylsäure)
300 ml
DMF
30.0 mmol (11.484 g)
HOBT
30.0 mmol (5.874 g)
EDC
13.56 ml
NMM
Ausbeute:
1
6.341 g (21.41 mmol, 71 %) eines orangen Öles.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 4.83-4.46 (m, H(2), 1), 4.41-4.21 (m, H(4), 1), 4.05-3.53 (m,
H(5), 2), 3.81, 3.77 (s, OMe, 3), 2.58-2.13 (m, H(3), CH2 , 4), 1.74-1.60 (m, CH2 , 2), 1.31 (br.
s, CH2 , 8), 0.94-0.84 (m, CH3 , 3)
IR (cm-1): 2954 (m), 2928 (m), 2857 (m), 2360 (w), 2106 (s), 1740 (s), 1703 (m), 1650 (m),
1436 (s), 1360 (w), 1324 (w), 1251 (s), 1203 (s), 1175 (s), 1109 (w), 1055 (m), 841 (w), 728
(w)
MS (EI, 70 eV): 296 (3), 237 (9), 212 (22), 127 (9), 111 (100), 83 (34), 68 (12), 57 (48), 41
(23), 28 (18)
Rf (Hexan/TBME, 1:2) = 0.12
4.3.2.7
(2S,4S)-4-Azido-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (21b)
Die Kopplung mit DEPC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
32.1 mmol (5.463 g)
(2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester
32.1 mmol (12.090 g)
Lithocholsäure
90 ml
DMF
36 mmol (5.865 g, 5.46 ml) DEPC
72 mmol (7.269 g, 9.99 ml) TEA
120 ml
Wasser
Experimenteller Teil
Ausbeute:
1
76
13.646 g (26.32 mmol, 82 %) eines gelben Feststoffes.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 4.55 (dd, H(2), 0.72, J = 8.78 Hz, 4.77 Hz), 4.55 (t, H(2),
0.28, J = 5.40 Hz), 4.24-4.14 (m, H(4), 1), 3.79-3.46 (m, H(5), CH-3β, 3), 3.74, 3.68 (s, OMe,
3), 0.88 (s, CH3 -19, 3), 0.85 (s, CH3 -21, 3), 0.58 (s, CH3 -18, 3) [63]
IR (cm-1): 2933 (s), 2864 (s), 2361 (w), 2107 (m), 1733 (s), 1671 (s), 1445 (s), 1384 (s), 1364
(m), 1327 (m), 1272 (m), 1205 (s), 1175 (s), 1044 (s), 979 (m), 753 (s), 666 (m), 484 (w)
MS (EI, 70 eV): 528 (2), 500 (7), 441 (14), 225 (46), 212 (100), 197 (11), 184 (37), 142 (33),
111 (50), 83 (78), 55 (27), 28 (43)
Rf (CHCl3 /MeOH, 50:1) = 0.37
4.3.2.8
(2S,4S)-4-Azido-1-phenylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (21c)
Die Durchführung der Kopplung erfolgt nach AAV 4.2.7.5.
30.0 mmol (5.106 g)
(2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (20)
30.0 mmol (4.086 g)
Phenylessigsäure
275 ml
DCM
25.92 ml
T3P (50 % in EE)
6.60 ml
NMM
Ausbeute:
1
5.637 g (19.61 mmol, 65 %) eines braunen Öles.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 7.32-7.19 (m, Ar H, 5), 4.62 (dd, H(2), 0.73, J = 8.78 Hz,
4.77 Hz), 4.47 (dd, H(2), 0.27, J = 7.91 Hz, 2.38 Hz), 4.27-4.09 (m, H(4), 1), 3.83-3.44 (m,
H(5), CH2 , OMe, 7), 2.50-2.33 (m, H(3x), 1), 2.14 (dt, H(3y), 1, J = 13.55 Hz, 4.89 Hz)
IR (cm-1): 3031 (w), 2955 (w), 2105 (s), 1747 (m), 1650 (s), 1496 (w), 1417 (s), 1357 (w),
1323 (w), 1272 (m), 1200 (s), 1178 (s), 1100 (w), 1053 (m), 1029 (s), 974 (m), 763 (w), 722
(s), 696 (m), 625 (w), 611 (w)
MS (EI, 70 eV): 288 (32), 229 (20), 169 (13), 118 (17), 111 (100), 91 (100), 83 (24), 65 (16),
56 (22), 41 (13), 28 (21)
Rf (Hexan/TBME/HAc, 300:300:1) = 0.03
4.3.2.9
(2S,4S)-4-Azido-1-adamantylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester
(21d)
Die Durchführung der Kopplung erfolgt nach AAV 4.2.7.5.
25.0 mmol (4.255 g)
(2S,4S)-4-Azidopyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (20)
Experimenteller Teil
25.0 mmol (4.858 g)
Adamantylessigsäure
230 ml
DCM
21.60 ml
T3P (50 % in EE)
5.50 ml
NMM
Ausbeute:
1
77
7.781 g (22.89 mmol, 91 %) eines braunes Öles.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 4.59 (dd, H(2), 0.77, J = 8.78 Hz, 5.27 Hz), 4.50 (dd, H(2),
0.23, J = 6.15 Hz, 4.64 Hz), 4.23-4.03 (m, H(4), 1), 3.86-3.76 (m, H(5x), 1), 3.71 (br. s, OMe,
3), 3.62-3.51 (m, H(5y), 1), 2.52-2.30 (m, H(3), 2), 2.17-1.93 (m, CH, CH2 , 5), 1.65 (br. s,
CH2 , 12)
IR (cm-1): 2901 (s), 2847 (m), 2104 (s), 1749 (m), 1643 (s), 1450 (m), 1411 (s), 1361 (m),
1346 (m), 1313 (m), 1265 (m), 1200 (s), 1095 (m), 1055 (m), 754 (m)
MS (EI, 70 eV): 320 (2), 262 (100), 205 (5), 183 (62), 152 (9), 108 (38), 84 (40), 83 (42), 47
(20)
Rf (Hexan/TBME/HAc, 300:300:1) = 0.11
4.3.2.10
(2S,4S)-4-Amino-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (22a)
Reduktion der Azid- zur Aminfunktion wird nach der AAV 4.2.4 durchgeführt.
21.41 mmol (6.341 g)
(2S,4S)-4-Azido-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (21a)
210 ml
Acetonitril
32.12 mmol (4.60 ml)
Iodtrimethylsilan
21 ml
Acetonitril
Ausbeute:
1
5.789 g (21.40 mmol, 99 %) eines braunen Öles.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 6.07-5.72 (m, NH2 , 2), 5.29-4.20 (m, H(2, 4), 2), 3.91-3.49
(m, H(5), 2), 3.74, 3.71 (s, OMe, 3), 2.65-1.90 (m, H(3), CH2 , 4), 1.69-1.51 (m, CH2 , 2), 1.25
(br. s, CH2 , 8), 0.91-0.79 (m, CH3 , 3)
IR (cm-1): 2954 (m), 2926 (m), 2856 (m), 1741 (s), 1707 (s), 1617 (m), 1437 (s), 1368 (w),
1204 (s), 1175 (s), 1114 (w), 1022 (m), 725 (w), 628 (w)
MS (EI, 70 eV): 270 (0.3), 194 (12), 164 (10), 101 (15), 85 (18), 73 (54), 68 (100), 60 (88),
55 (28), 43 (50), 41 (46), 29 (28)
Experimenteller Teil
4.3.2.11
78
(2S,4S)-4-Amino-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (22b)
Reduktion der Azid- zur Aminfunktion wird nach der AAV 4.2.4 durchgeführt.
26.32 mmol (13.646 g)
(2S,4S)-4-Azido-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (21b)
300 ml
Acetonitril
90.0 mmol (12.9 ml)
Iodtrimethylsilan
60 ml
Acetonitril
Ausbeute:
1
11.89 g (23.65 mmol, 79 %) eines gelben Feststoffes.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 8.15 (br. s, NH2 , 2), 4.64-4.20 (m, H(2), 1), 4.07-3.54 (m,
H(4, 5x), 2), 3.66, 3.60 (s, OMe, 3), 3.52-3.32 (m, H(5y), 1), 3.17-3.01 (m, H(5), CH-3β, 3),
0.86 (s, CH3 -19, 3), 0.80 (s, CH3 -21, 3), 0.55 (s, CH3 -18, 3) [63]
IR (cm-1): 2930 (s), 2863 (s), 2360 (w), 1733 (w), 1652 (s), 1445 (s), 1377 (m), 1203 (s), 1174
(s), 1032 (s), 946 (w), 751 (s), 665 (w), 482 (w)
MS (FAB, m/e): 525 (M+Na)+, 503 (M+H)+
4.3.2.12
(2S,4S)-4-Amino-1-phenylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (22c)
Reduktion der Azid- zur Aminfunktion wird nach der AAV 4.2.4 durchgeführt.
19.61 mmol (5.637 g)
(2S,4S)-4-Azido-1-phenylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (21c)
190 ml
Acetonitril
29.42 mmol (4.23 ml)
Iodtrimethylsilan
19 ml
Acetonitril
Ausbeute:
1
3.120 g (11.89 mmol, 61 %) eines orangen Öles.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 7.36-7.17 (m, Ar H, 5), 4.67-4.30 (m, H(2), 1), 4.26-3.86 (m,
H(4), 1), 3.80-3.43 (m, H(5), CH2 , OMe, 7), 2.55-1.93 (m, H(3), 2)
IR (cm-1): 3030 (w), 2954 (w), 1738 (s), 1637 (s), 1539 (w), 1496 (m), 1435 (s), 1371 (w),
1201 (s), 1177 (s), 1075 (w), 1028 (m), 845 (w), 759 (w), 721 (m), 697 (s), 623 (w), 613 (w)
MS (EI, 70 eV): 262 (1), 229 (11), 186 (11), 147 (11), 118 (12), 111 (48), 91 (100), 83 (13),
70 (38), 68 (49), 43 (32), 28 (13)
Experimenteller Teil
4.3.2.13
79
(2S,4S)-4-Azido-1-adamantylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (22d)
Reduktion der Azid- zur Aminfunktion wird nach der AAV 4.2.4 durchgeführt.
22.89 mmol (7.781 g)
(2S,4S)-4-Azido-1-adamantylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (21d)
225 ml
Acetonitril
34.34 mmol (4.90 ml)
Iodtrimethylsilan
22 ml
Acetonitril
Ausbeute:
1
7.271 g (22.69 mmol, 98 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 4.66-4.07 (m, H(2, 4), 2), 3.91-3.52 (m, H(5), 2), 3.85 (br. s,
OMe, 3), 2.65-2.32 (m, H(3), 2), 2.18-1.94 (m, CH, CH2 , 5), 1.63 (br. s, CH2 , 12)
IR (cm-1): 2901 (s), 2846 (m), 2361 (w), 1733 (m), 1617 (s), 1452 (s), 1363 (m), 1346 (m),
1314 (m), 1203 (s), 1153 (m), 1125 (m), 1095 (m), 1043 (m), 1026 (m), 990 (w), 623 (w), 607
(w), 565 (w)
MS (EI, 70 eV): 271 (1), 257 (3), 207 (7), 193 (11), 177 (37), 142 (100), 130 (82), 111 (44),
79 (21), 68 (84), 55 (23), 41 (26), 28 (34)
4.3.2.14
(2S,4S)-4-Amino-1-octanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (23a)
Der Ester wird gemäß AAV 4.2.5.3 durch alkalische Verseifung gespalten.
21.41 mmol (5.789 g)
(2S,4S)-4-Amino-1-octanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (22a)
43.0 ml
MeOH
47.1 ml
1 M NaOH
21.4 ml
1 M HCl
Ausbeute:
1
4.293 g (16.74 mmol, 78 %) eines orangen Öles.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 7.72 (br. s, OH, 1) 5.88-5.55 (m, NH2 , 2), 5.16-3.17 (m, H(2,
4, 5), 4), 2.61-1.70 (m, H(3), CH2 , 4), 1.56-1.26 (m, CH2 , 2), 1.08 (br. s, CH2 , 8), 0.79-0.56
(m, CH3 , 3)
MS (EI, 70 eV): 256 (0.3), 144 (2), 115 (8), 101 (16), 85 (19), 73 (65), 60 (100), 55 (27), 43
(49), 29 (26)
Experimenteller Teil
4.3.2.15
80
(2S,4S)-4-Amino-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (23b)
Der Ester wird gemäß AAV 4.2.5.3 durch alkalische Verseifung gespalten.
23.65 mmol (11.89 g)
(2S,4S)-4-Amino-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (22b)
47.2 ml
MeOH
52.1 ml
1 M NaOH
23.7 ml
1 M HCl
Ausbeute:
3.091 g (6.32 mmol, 30 %) eines beigen Feststoffes.
Die geringe Ausbeute resultiert aus der schlechten Löslichkeit des Eduktes, welches zum Teil
nach der Reaktion wieder gewonnen werden konnte.
1
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 4.80-4.04 (m, H(2, 4), 2), 3.89-3.27 (m, H(5, CH-3β), 3),
0.93 (s, CH3 -19, 3), 0.89 (s, CH3 -21, 3), 0.62 (s, CH3 -18, 3) [63]
MS (FAB, m/e): 487 (M)+
4.3.2.16
(2S,4S)-4-Amino-1-phenylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (23c)
Der Ester wird gemäß AAV 4.2.5.3 durch alkalische Verseifung gespalten.
11.89 mmol (3.124 g)
(2S,4S)-4-Amino-1-phenylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (22c)
23.9 ml
MeOH
26.2 ml
1 M NaOH
11.9 ml
1 M HCl
Ausbeute:
1
1.912 g (7.69 mmol, 65 %) eines orangen Öles.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 10.03 (br. s, OH, 1), 7.33-7.21 (m, Ar H, 5), 5.91(br. s, NH2 ,
2), 4.68-4.22 (m, H(2, 4), 2), 3.68 (s, CH2 , 2), 4.06-3.52 (m, H(5), 2), 2.65-1.88 (m, H(3), 2)
MS (EI, 70 eV): 248 (2), 231 (5), 196 (5), 186 (12), 136 (5), 118 (17), 113 (16), 91 (100), 77
(16), 68 (79), 65 (20), 51 (9), 41 (14), 28 (13)
4.3.2.17
(2S,4S)-4-Amino-1-adamantylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (23d)
Der Ester wird gemäß AAV 4.2.5.3 durch alkalische Verseifung gespalten.
22.89 mmol (7.272 g)
(2S,4S)-4-Amino-1-adamantylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäuremethylester (22d)
46.4 ml
MeOH
Experimenteller Teil
50.4 ml
1 M NaOH
22.9 ml
1 M HCl
Ausbeute:
1
81
3.403 g (11.10 mmol, 49 %) eines braunen Öles.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 4.73-4.21 (m, H(2, 4), 2), 4.04-3.66 (m, H(5), 2), 2.71-2.32
(m, H(3), 2), 2.14-1.88 (m, CH, CH2 , 5), 1.64 (br. s, CH2 , 12)
MS (EI, 70 eV): 307 (0.5), 257 (1), 245 (1), 193 (5), 177 (9), 149 (6), 135 (100), 113 (14), 93
(21), 79 (23), 68 (32), 55 (11), 41 (18), 29 (6)
4.3.2.18
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (24a)
Die Schutzgruppe wird nach der AAV 4.2.6.3 eingeführt.
2.22 mmol (0.568 g)
(2S,4S)-4-Amino-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (23a)
6.2 ml
NaHCO3-Lösung, 10 %
2.22 mmol (0.574 g)
Fmoc-Chlorid
6.0 ml
Dioxan
Ausbeute:
1
0.828 g (1.73 mmol, 78 %) eines beigen Feststoffes.
H-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 7.74 (d, Ar H, 2), 7.55 (d, Ar H, 2), 7.37 (t, Ar H, 2), 7.29 (t,
Ar H, 2), 5.97 (m, NH, 1), 4.74-4.09 (m, H(2, 4), CH-Fmoc, CH2 -Fmoc, 5), 3.98-3.42 (m,
H(5), 2), 2.83-2.11 (m, H(3), CH2 -Oktanoyl, 4), 1.71-1.56 (m, CH2 , 2), 1.34-1.22 (m, CH2 , 8),
0.86 (CH3 )
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 174.18, 171.72 (COO), 149.82, 141.12, 127.17, 126.77,
13
124.95, 119.49 (Ar C), 13.80 (CH3 -Oktanoyl)
MS (FAB, m/e): 501 (M+Na)+, 479 (M+H)+
4.3.2.19
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (24b)
Die Schutzgruppe wird nach der AAV 4.2.6.3 eingeführt.
2.22 mmol (1.079 g)
(2S,4S)-4-Amino-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (23b)
6.2 ml
NaHCO3-Lösung, 10 %
2.22 mmol (0.574 g)
Fmoc-Chlorid
6.0 ml
Dioxan
Ausbeute:
1
1.153 g (1.62 mmol, 73 %) eines gelben Feststoffes.
H-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 7.60 (d, Ar H, 2), 7.53 (d, Ar H, 2), 7.37 (t, Ar H, 2), 7.30 (t,
Experimenteller Teil
82
Ar H, 2), 5.97-5.74 (m, NH, 1), 4.74-4.13 (m, H(2, 4), 2), 4.10 (t, CH-Fmoc, 1), 4.02 (d, CH2 Fmoc, 2), 3.83-3.56 (m, H(3), CH-3β, 3), 0.91 (s, CH3 -19, 3), 0.89 (s, CH3 -21, 3), 0.62 (s,
CH3 -18, 3)
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 174.21, 172.54 (COO), 144.40, 141.50, 127.73, 127.47,
13
125.01, 120.01 (Ar C), 13.36 (CH3 -21), 18.89 (CH3 -19), 12.45 (CH3 -18)
MS (FAB, m/e): 735 (M+Na)+
4.3.2.20
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-phenylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (24c)
Die Schutzgruppe wird nach der AAV 4.2.6.3 eingeführt.
2.22 mmol (0.551 g)
(2S,4S)-4-Amino-1-phenylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (23c)
6.2 ml
NaHCO3-Lösung, 10 %
2.22 mmol (0.574 g)
Fmoc-Chlorid
6.0 ml
Dioxan
Ausbeute:
1
0.710 g (1.51 mmol, 68 %) eines braunen Feststoffes.
H-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 7.76 (d, Ar H Fmoc, 2), 7.60 (d, Ar H Fmoc, 2), 7.57-7.26
(m, Ar H Fmoc Ph, 9), 5.91 (m, NH, 1), 4.76-4.13 (m, H(2, 4) 4.11 (t, CH Fmoc, 1), 4.04 (d,
CH2 Fmoc, 2), 3.88-3.43 (m, H(5), CH2 , 4), 2.68-2.12 (m, H(3), 2)
MS (FAB, m/e): 493 (M+Na)+, 471 (M+H)+
4.3.2.21
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-adamantylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (24d)
Die Schutzgruppe wird nach der AAV 4.2.6.3 eingeführt.
2.22 mmol (0.682 g)
(2S,4S)-4-Amino-1-adamantylacetyl-pyrrolidin-2-carbonsäure (23d)
6.2 ml
NaHCO3-Lösung, 10 %
2.22 mmol (0.574 g)
Fmoc-Chlorid
6.0 ml
Dioxan
Ausbeute:
1
0.845 g (1.60 mmol, 72 %) eines hochviskosen braunen Öles.
H-NMR (400 MHz, CDCl3 ) δ = 7.74 (d, Ar H, 2), 7.60 (d, Ar H, 2), 7.38 (t, Ar H, 2), 7.30 (t,
Ar H, 2), 5.68 (m, NH, 1), 4.68-3.96 (m, H(2, 4), CH Fmoc, CH2 Fmoc, 5), 3.87-3.56 (m,
H(5), 2), 2.63-1.98 (m, H(3), 2), 1.98 (br. s, CH, CH2 Adamantyl, 5), 1.68-1.61 (m, CH2 , 12)
MS (FAB, m/e): 529 (M+H)+
Experimenteller Teil
4.3.2.22
83
Festphasenreaktionen
4.3.2.22.1 {4-[(4-Amino-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2-carbonyl)-amino]-
1-oktanoyl-
pyrrolidin-2-carbonyl}-Gly-OH (25)
Reaktionen an fester Phase werden nach AAV 4.2.8 durchgeführt.
100 mg
Fmoc-Gly-Wang-Harz (Belegung: 0.75 mmol/g)
0.225 mmol (108 mg)
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäure
(24a)
0.225 mmol (160 mg)
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2carbonsäure (24b)
0.225 mmol (176 mg)
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-phenylacetyl-pyrrolidin-2carbonsäure (24c)
Jede Kopplung wird jeweils mit der angegeben Menge nocheinmal wiederholt, bevor die
Schutzgruppe abgespalten wird. Je Kopplungsschritt werden benötigt:
0.21 ml
N,N´-Diisopropylamin
125 mg (0.30 mmol)
PyBOP
1
H-NMR (600 MHz, CDCl3 ) δ = 5.96-5.78 (br. m, NH, 2.2), 0.93 (s, CH3 -19, 3), 0.89 (s,
CH3 -21, 3), 0.85 (s, CH3 -Ok, 3), 0.62 (s, CH3 -18, 3)
MS (FAB, m/e): 785 (M+H)+, 550, 460, 391, 329, 307, 259, 176, 154
Rf (CHCl3 /MeOH, 30:1) = 0.09
4.3.2.22.2 {4-[(4-Amino-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonyl)-amino]-1-lithocholanoylpyrrolidin-2-carbonyl}-Gly-OH (26)
Reaktionen an fester Phase werden nach AAV 4.2.8 durchgeführt.
100 mg
Fmoc-Gly-Wang-Harz (Belegung: 0.75 mmol/g)
0.225 mmol (160 mg)
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-lithocholanoyl-pyrrolidin-2carbonsäure (24b)
0.225 mmol (108 mg)
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-oktanoyl-pyrrolidin-2-carbonsäure
(24a)
0.225 mmol (119 mg)
(2S,4S)-4-(Fmoc-amino)-1-adamantylacetyl-pyrrolidin-2carbonsäure (24d)
Jede Kopplung wird jeweils mit der angegeben Menge nocheinmal wiederholt, bevor die
Schutzgruppe abgespalten wird. Je Kopplungsschritt werden benötigt:
Experimenteller Teil
0.21 ml
N,N´-Diisopropylamin
125 mg (0.30 mmol)
PyBOP
1
84
H-NMR (600 MHz, CDCl3 ) δ = 5.95-5.80 (br. m, NH, 0.9), 0.93 (s, CH3 -19, 3), 0.89 (s,
CH3 -21, 3), 0.85 (s, CH3 -Ok, 3), 0.62 (s, CH3 -18, 3)
MS (FAB, m/e): 784 (M)+, 733, 664, 595, 535, 329, 281, 221, 136, 73
Rf (CHCl3 /MeOH, 30:1) = 0.09
4.3.3
Cyclohexanderivate aus Cyclohexen
4.3.3.1
Cyclohex-3-en-carbonsäureethylester (28) [25]
Die Esterdarstellung erfolgt nach der AAV 4.2.5.2.
0.135 mmol (17.0 g) 3-Cyclohexencarbonsäure (97 %) (27)
390 ml
Ethanol
27.2 ml
Thionylchlorid
Es resultiert ein braunes Öl, welches einen stark aromatischen Geruch verbreitet.
Ausbeute:
1
18.72 g (0.122 mol, 90 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 5.61 (br.s, H(3, 4), 2), 4.07 (q, CH2 (Et), 2), 2.55-2.41 (m,
CH(1),1), 2.20-2.16 (br. d, CH2 , 2), 2.06-1.87 (m, CH2 , 3), 1.67-1.51 (m, CH2 , 1), 1.19 (t,
CH3 (Et), 3)
MS (EI, 70 eV): 154 (8), 126 (17), 108 (26), 81 (100), 80 (78), 79 (62), 54 (30), 41 (38), 39
(34), 29 (40), 27 (42)
4.3.3.2
5-Bromocyclohex-3-en-carbonsäureethylester (29) [25]
Aus 0.122 mol (18.72 g) Cyclohex-3-en-carbonsäureethylester (28), 0.134 mol (23.83 g) NBromsuccinimid und 0.21 g AIBN wird in 550 ml Tetrachlorkohlenstoff eine Suspension
hergestellt. Diese wird 1 h unter Rückfluß erhitzt. Die Reaktion ist abgeschlossen, wenn das
Succinimid oberhalb der Lösung schwimmt. Der Feststoff wird nach dem Abkühlen der
Lösung mit einer G3-Fritte im Vakuum abfiltriert. Von dem Filtrat wird das Lösungsmittel im
Vakuum entfernt, so daß ein dunkelgelbes Öl verbleibt. Das Produkt wird ohne weitere
Aufreinigung in die nächste Reaktion eingesetzt.
Ausbeute:
1
29.17 g (0.122 mol, 100 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 6.05-5.73 (m, H(3, 4), 2), 5.11-4.64 (m, H(5), 1), 4.13 und
Experimenteller Teil
85
4.12 (2×q, CH2 , 2), 3.38-2.92 (m, H(1), 1), 2.67-1.97 (m, H(6, 2), 4), 1.23 und 1.22 (2×t, CH3 ,
3)
C-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 175.61 (COO), 129.62 (C(4)), 129.12 (C(3)), 61.77 (CH2 ),
13
47.69 (C(1)), 35.89 (C(5)), 35.18 (C(6)), 28.21 (C(2)), 14.96 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 233 (8), 231 (7), 153 (23), 105 (12), 79 (100), 47 (24), 29 (68)
4.3.3.3
cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-carbonsäureethylester (30) [25]
Zu einer Suspension aus 142.4 mmol (26.12 g) Kaliumphthalimid in 153 ml NMethylpyrrolidon, die auf 80 °C erwärmt wird, tropft man langsam eine Lösung aus
126.9 mmol (29.87 g) des 5-Bromocyclohex-3-en-carbonsäureethylester (29) in 34 ml NMethylpyrrolidon. Nach dem Zutropfen wird die Lösung für weitere 2.5 h auf 80 °C gehalten.
Nach dem Abkühlen des Reaktionsgemisches, wird dieses mit 55 ml EE und 180 ml Wasser
verdünnt. Das resultierende Phasengemisch wird getrennt, und die organische Phase mit
70 ml Wasser, 18 ml gekühlter 1 M Natronlauge und noch einmal mit 55 ml Wasser
gewaschen. Die organische Phase wird anschließend mit Natriumsulfat getrocknet. Nach dem
das Lösungsmittel am Rotationsverdampfer entfernt wurde, erhält man ein Gemisch eines
weißen Feststoffes in einem gelben Öl. Zur Trennung wird das Rohprodukt in 300 ml
Chloroform/PE (1:1) aufgenommen, und der Feststoff über eine G4-Fritte im Vakuum
abfiltriert. Man erhält das Produkt in Form des Feststoffes und zusätzlich 10 g des
verbleibenden öligen trans-Eduktes, welches allerdings stark verunreinigt ist. Eine weitere
Reinigung ist aufgrund der Instabilität des Bromids nicht möglich.
Ausbeute:
1
16.0 g (53.5 mmol, 75 % bezogen auf cis-Isomer) eines weißen Feststoffes.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 7.82-7.74 (m, Ar H(3, 6), 2), 7.71-7.63 (m, Ar H(4, 5), 2),
6.03-5.84 (m, H(4), 1), 5.61-5.52 (m, H(3), 1), 5.01-4.91 (m, H(5), 1), 4.10 (q, CH2 , 2), 2.882.66 (m, H(1), 1), 2.58-2.07 (m, H(2, 6), 4), 1.20 (t, CH3 , 3)
C-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 174.95 (COO), 168.67 (CON), 135.03 (Ar C(1, 2)), 132.77
13
(Ar C(3, 6)), 128.81 (Ar C(4)), 127.50 (Ar C(3)), 124.00 (Ar C(4, 5)), 61.41 (CH2 ), 48.25
(C(1)), 40.32 (C(5)), 29.89 (C(6)), 27.91 (C(2)), 14.00 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 299 (11), 254 (13), 225 (63), 160 (18), 152 (64), 130 (48), 104 (59), 78
(100), 50 (37), 29 (34)
Rf (PE/EE, 4:1)=0.35
Experimenteller Teil
4.3.3.4
Darstellungsversuch
von
86
cis-3-Phthalimido-5-hydroxy-cyclohexancarbon-
säureethylester
Eine Lösung aus 1 mmol (299 mg) cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-carbonsäureethylester
(30) und 14 mg Natriumborhydrid in 2.5 ml THF wird auf 0 °C gekühlt. Zu der gekühlten
Lösung wird unter weiterer Kühlung eine Lösung aus 22.2 mg Essigsäure in 0.5 ml THF
langsam zugetropft. Das Reaktionsgemisch wird zwei Stunden gerührt, und anschließend
tropfenweise mit einer Lösung von 40 mg Natriumhydroxid in 0.2 ml Wasser versetzt.
Zusätzlich werden 14 ml einer 30 %igen Wasserstoffperoxidlösung zugegeben. Die
Reaktionslösung wird weitere sechs Tage unter Raumtemperatur gerührt, bevor die Phasen
getrennt werden. Die wäßrige Phase wird anschließend noch dreimal mit EE extrahiert und
zusammen mit der THF-Phase über Natriumsulfat getrocknet. Nach Entfernen des
Lösungsmittels am Rotationsverdampfer wird das Edukt in verunreinigter Form wieder
erhalten. Spuren eines Produktes sind im NMR nicht zu erkennen.
4.3.3.5
Darstellungsversuch von 5-Phthalimido-7-oxa-bicyclo[4.1.0]heptan-3-carbonsäureethylester
4.3.3.5.1
Zu
einer
Mit m-Chlorperbenzoesäure
Lösung
aus
0.74
mmol
(221
mg)
cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-
carbonsäureethylester (30) in 20 ml Dichlormethan wird langsam eine Lösung aus 1.2 mmol
(203 mg) m-Chlorperbenzoesäure in 5 ml Dichlormethan bei Raumtemperatur getropft. Die
Reaktionslösung wird bei Raumtemperatur weitere 8 d gerührt. Die organische Phase wird
nacheinander mit Wasser, 10 %iger NaHCO3 -Lösung und Wasser ausgeschüttelt.
Anschließend wird die organische Phase mit Natriumsulfat getrocknet, und das Lösungsmittel
im Vakuum entfernt. Es findet keine Umsetzung statt.
4.3.3.5.2
Mit Peressigsäure
Unter Eisbadkühlung wird eine Lösung aus 4.0 mmol (1.196 g) 5-Phthalimido-cyclohex-3-encarbonsäureethylester (30) und 40 ml Chloroform hergestellt. Hierzu werden 4.8 mmol (0.37
g, 1.16 ml) Peressigsäure langsam zugetropft. Das Reaktionsgemisch wird weitere 48 Stunden
bei Raumtemperatur gerührt. Nach dem Entfernen des Lösungsmittels im Vakuum wird das
Edukt wieder erhalten.
Experimenteller Teil
4.3.3.6
87
Darstellungsversuch von 3-Bromo-5-phthalimido-cyclohexancarbonsäureethylester (31)
4.3.3.6.1
Mit essigsaurer HBr-Lösung und AIBN
2 mmol (0.598 g) 5-Phthalimido-cyclohex-3-en-carbonsäureethylester (30) werden in 20 ml
Tetrachlorkohlenstoff gelöst, mit zwei Spatelspitzen AIBN und 20 mmol (3,5 ml) essigsaurer
Bromwasserstofflösung (5,7 M) versetzt. Die Suspension wird für zwei Stunden unter
leichtem Rückfluß erhitzt. Nach dem Abkühlen wird der oben schwimmende Niederschlag im
Vakuum abfiltiert, und das Filtrat am Rotationsverdampfer bis zur Trockene eingeengt.
Ausbeute: 0.76 g (2 mmol, 100 %)
MS (EI, 70 eV): 381 (3), 379 (3), 336 (5), 334 (5), 300 (13), 254 (14), 234 (21), 232 (20), 226
(26), 160 (43), 148 (100), 130 (55), 122 (37), 105 (64), 79 (96), 69 (9), 41 (23), 29 (46)
TBME/PE/HAc (100:200:1) Rf = 0.33
Weitere Darstellungsversuche des Bromids, bei denen das Edukt noch vorhanden war, bzw.
die Esterfunktion des Eduktes durch saure Reaktionsbedingungen gespalten wurde.
4.3.3.6.2
Mit wäßriger HBr-Lösung
2 mmol (0.598 g) des 5-Phthalimido-cyclohex-3-en-carbonsäureethylesters (30) werden in 5
ml bidestilliertem Wasser gelöst. Hierzu werden 2.5 mmol (0.3 ml) einer 62 %igen wäßrigen
Bromwasserstofflösung bei Raumtemperatur langsam zugetropft. Das Reaktionsgemisch wird
24 Stunden gerührt, und anschließend mit 10 ml Ethanol versetzt. Nach weiteren vier Stunden
resultiert eine weiße Suspension, von der im Vakuum der Feststoff abfiltriert wird. Es handelt
sich dabei um das ungesättigte Edukt. Das Filtrat wird am Rotationsverdampfer bis zur
Trockene eingeengt, so daß ein oranger Feststoff verbleibt. Dabei handelt es sich um die
leicht verunreinigte 5-Phthalimido-cyclohex-3-en-carbonsäure (33).
4.3.3.6.3
Mit essigsaurer HBr-Lösung
Die Durchführung erfolgt nach dem Darstellungsversuch 4.3.3.6.2.
Das Reaktionsgemisch wird 24 Stunden auf 130 °C erhitzt.
2 mmol (0.542g)
5-Phthalimido-cyclohex-3-en-carbonsäureethylesters (30)
11.4 mmol (2.0 ml)
Bromwasserstofflösung in Essigsäure ( 33 %, 5.7 M)
Neben dem Edukt werden Produktgemische isoliert, die eine erfolgte Bromierung anzeigen,
wobei die Doppelbindung erhalten bleibt. Jedoch ist eine Trennung nicht möglich. Außerdem
Experimenteller Teil
88
können fragmentierte Bromierungsprodukte nicht ausgeschlossen werden. Ob es sich um
mono- oder mehrfach bromierte Verbindungen handelt konnte nicht geklärt werden.
4.3.3.6.4
Mit essigsaurer HBr-Lösung in Tetrachlorkohlenstoff
2 mmol (0.598 g) des 5-Phthalimido-cyclohex-3-en-carbonsäureethylesters (30) werden in 2
ml Tetrachlorkohlenstoff gelöst. Hierzu werden 2.85 mmol (0.5 ml) einer 33 %igen
essigsauren
Bromwasserstofflösung
unter
Eisbadkühlung
langsam
zugetropft.
Das
Reaktionsgemisch wird einen Tag bei Raumtemperatur gerührt und noch einmal mit 2.85
mmol (0.5 ml) der essigsauren Bromwasserstofflösung versetzt. Anschließend wird für 18
Stunden unter Rückfluß erhitzt. Nach dem Abkühlen werden die Phasen getrennt, die
organische Phase mit Natriumsulfat getrocknet, und eingeengt bis zur Trockene. Das
erhaltende gelbe hochviskose Öl enthält das Edukt in verunreinigter Form.
4.3.3.6.5
Mit wäßriger HBr-Lösung und Natriumbromid
4 mmol (1.196 g) 5-Phthalimido-cyclohex-3-en-carbonsäureethylester (30) werden in 15 ml
Chloroform gelöst und mit zwei Spatelspitzen (2.25 g) Natriumbromid versetzt. Die Lösung
wird auf –10 °C herunter gekühlt und mit 40 mmol (3 ml) wäßriger Bromwasserstofflösung
versetzt. Das Reaktionsgemisch wird nach dem Erwärmen auf Raumtemperatur weitere 36
Stunden gerührt. Die organische Phase wird mit Wasser gewaschen, und mit Natriumsulfat
getrocknet. Nach dem Entfernen des Lösungsmittels im Vakuum resultiert ein Öl, das später
kristallisiert. Nach NMR-Analyse handelt es sich bei dem Produkt um das verunreinigte
Edukt.
4.3.3.7
3-Phthalimido-4,5-dibromo-cyclohexancarbonsäureethylester (32)
1 mmol (1.196 g) 5-Phthalimido-cyclohex-3-en-carbonsäureethylesters (30) werden mit 2.25
g Natriumbromid versetzt, in 15 ml Chloroform gelöst, und auf – 20 °C heruntergekühlt.
Hierzu werden zunächst 40 mmol (3 ml) wäßrige Bromwasserstofflösung (62 %) zugetropft,
und anschließend eine Lösung aus 4 mmol (0.2 ml, 0.638 g) Brom in 15 ml Chloroform. Nach
dem Entfernen des Kältebades resultiert eine Suspension aus einem weißen Feststoff in einer
orangenen Lösung. Nach weiteren 5 Stunden wird der Feststoff im Vakuum abfiltriert, und
die organische Phase zuerst mit einer 10 %igen Natriumsulfitlösung ausgeschüttelt. Dabei tritt
durch Reduktion des nicht umgesetzten Broms eine Entfärbung der organischen Phase ein. Es
Experimenteller Teil
89
wird mit gesättigter Natriumcarbonatlösung und Wasser ausgeschüttelt, und die organische
Phase über Natriumsulfat getrocknet. Das Lösungsmittel wird im Vakuum entfernt, so daß ein
gelbes hochviskoses Öl verbleibt.
Ausbeute: 1.466 g (3.19 mmol, 80 %)
Eine chromatographische Trennung erfolgt mittels TBME/PE, 1:2, wobei zwei Fraktionen
isoliert und charakterisiert werden.
4.3.3.7.1
(±
± )-1S,3R,4S,5S-3-phthalimido-4,5-dibromo-cyclohexancarbonsäureethylester (32a)
1
H-NMR (400 MHz, CDCl3 ): δ = 7.76 (ddd, Ar H, 4, J= 43.17 Hz, 3.01 Hz, 5.52 Hz), 5.03
(ddd, H(3a), 1, J= 12.17 Hz, 2.89 Hz, 2.89 Hz), 4.76 (br. t, H(4a,5a), 2, J= 2.26 Hz), 4.16 (q,
CH2 , 2), 3.27 (q, H(2e), 1, J= 13.22 Hz), 3.05 (tt, H(1a), 1, J= 12.55 Hz, 3.51 Hz), 2.64 (ddd,
H(6e), 1, J= 15.18 Hz, 12.42 Hz, 2.89 Hz), 2.32-2.23 (m, H(2a,6a), 2), 1.25 (t, CH3 , 3)
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ): δ = 172.93 (COO), 167.98 (CO), 134.19, 131.47, 123.36 (Ar),
13
60.98 (CH2 ), 54.78 (C(4)), 50.48 (C(3)), 50.48 (C(5)), 38.45 (C(1)), 29.86 (C(6)), 26.72
(C(2)), 14.14 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 461 (8), 459 (17), 457 (9), 380 (34), 378 (35), 334 (21), 332 (22), 306 (29),
304 (30), 224 (100), 160 (36), 148 (69), 130 (64), 104 (43), 79 (44), 77 (53), 57 (28), 43 (32),
29 (21)
Rf (TBME/PE, 1:2) = 0.28
4.3.3.7.2
(±
± )-1S,3R,4R,5S-3-phthalimido-4,5-dibromo-cyclohexancarbonsäureethylester (32b)
1
H-NMR (400 MHz, CDCl3 ): δ = 7.79 (ddd, Ar H, 4, J= 43.04 Hz, 3.14 Hz, 5.40 Hz), 5.08
(ddd, H(3a), 1, J= 13.05 Hz, 2.01 Hz, 4.02 Hz), 4.45 (q, H(5a), 1, J= 3.18 Hz), 4.16 (br. t,
H(4e), 1, J= 3.26 Hz), 4.11 (q, CH2 , 2), 3.03 (tt, H(1a), 1, J= 12.55 Hz, 3.51 Hz), 2.58 (q,
H(2e), 1, J= 13.38 Hz), 2.53 (ddd, H(6e), 1, J= 15.69 Hz, 12.42 Hz, 3.64 Hz), 2.16 (d, H(6a),
1, J= 15.06 Hz), 1.87 (dt, H(2a), 1, J= 12.55 Hz, 3.51 Hz), 1.22 (t, CH3 , 3)
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ): δ = 173.37 (COO), 169.38 (CO), 134.58, 131.47, 123.70 (Ar),
13
72.01 (4), 60.79 (CH2 ), 50.80 (5), 49.88 (3), 38.19 (1), 29.40 (6), 26.31 (2), 14.11 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 461 (0.05), 459 (0.1), 457 (0.05), 380 (0.9), 378 (0.9), 298 (100), 269 (27),
252 (14), 241 (16), 224 (78), 169 (20), 147 (74), 130 (72), 104 (32), 95 (61), 79 (18), 76 (34),
Experimenteller Teil
90
59 (21), 41 (28), 29 (36)
Rf (TBME/PE, 1:2) = 0.17
4.3.3.8
cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-carbonsäure (33) [25]
Es
eine
wird
Lösung
aus
50.2
mmol
(15.0
g)
cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-
carbonsäurethylester (30), 300 ml Dioxan, 35 ml konzentrierte Salzsäure und 65 ml Wasser
hergestellt. Das Reaktionsgemisch anschließend wird 6 h unter Rückfluß erhitzt. Nachdem die
Lösungsmittel im Vakuum entfernt sind, wird der Rückstand zweimal in Aceton
aufgenommen und wieder bis zur Trockene eingeengt. Es verbleibt ein braun-weißes
Rohprodukt.
Ausbeute:
1
13.33 g (49.2 mmol, 98 %) eines weißen Feststoffes.
H-NMR (200 MHz, d6 -DMSO): δ = 12.79 (br. s, OH, 1), 7.68-7.63 (m, Ar H, 4), 5.86-5.78
(m, H(4), 1), 5.64-5.59 (br. d, H(3), 1), 4.86 (br. s, H(5), 1), 2.87-2.68 (m, H(1), 1), 2.32-2.02
(m, H(2, 6), 4)
C-NMR (200 MHz, d6 -DMSO): δ = 175.99 (COO), 167.63 (CON), 134.51 (Ar C(1, 2)),
13
131.75 (Ar C(3, 6)), 128.39 (Ar C(4)), 125.74 (Ar C(3)), 123.09 (Ar C(4, 5)), 47.04 (C(1)),
40.09 (C(5)), 28.88 (C(6)), 27.11 (C(2))
MS (EI, 70 eV): 271 (11), 225 (100), 199 (10), 160 (10), 148 (83), 130 (53), 124 (32), 104
(46), 78 (76)
Rf (CH2 Cl2 /MeOH, 19:1) = 0.35
4.3.3.9
cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-carbonsäurementhylester (34)
In 40 ml Dioxan werden 16 mmol (4.34 g) cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-carbonsäure (33)
und 32 mmol (4.97 g) (-)-Menthol gelöst und auf 0 °C gekühlt. Langsam werden 32 mmol
(3.2 ml) Thionylchlorid zugetropft. Die Reaktionslösung wird anschließend für weitere 4 h
unter Rückfluß erhitzt. Nachdem das Lösungsmittel am Rotationsverdampfer entfernt wurde,
wird der ölige Rückstand dreimal in Dioxan aufgenommen und jeweils wieder im Vakuum
entfernt. Es verbleibt ein hochviskoses Öl, welches nach mehreren Tagen zu einem braunen
Feststoff kristallisiert.
1
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 7.84-7.78 (m, Ar H, 2), 7.70-7.63 (m, Ar H, 2), 6.04-5.87
(m, H(4), 1), 5.56 (br. d, H(3), 1), 5.03-4.94 (m, H(5), 1), 4.78-4.60 (m, H(1´) Mentyl, 1),
3.12-3.01 (m, H(1a), 0.5), 2.84-2.69 (m, H(1b), 0.5), 2.44-2.14 (m, CH, 3), 1.98-1.62 (m, CH,
Experimenteller Teil
91
3), 1.47-1.21 (m, CH, 3), 1.06-0.69 (m, CH, 13)
MS (EI, 70 eV): 409 (3), 271 (68), 253 (23), 225 (94), 148 (100), 139 (27), 124 (49), 95 (19),
83 (81), 69 (36), 55 (54), 43 (32)
Das
vorliegende
Diastereomerengemisch
kann
zwar
identifiziert
werden,
eine
chromatographische Trennung ist allerdings nicht möglich.
Rf (PE/CHCl3 /TEA, 200:200:1) = 0.52
4.3.3.10
Darstellungsversuch von 3-Bromo-5-phthalimido-cyclohexancarbonsäure
Die Durchführung erfolgt nach dem unter 4.3.3.6.2 beschriebenen Versuch.
2 mmol (0.542g)
5-Phthalimido-cyclohex-3-en-carbonsäure (33)
1.44 mmol (0.173 ml)
Bromwasserstofflösung (wäßr., 62 %)
Es ist keinerlei Umsetzung zu beobachten, das Edukt wird lediglich in verunreinigter Form
wiedergewonnen.
4.3.3.11
Darstellungsversuch
von
cis-5-Phthalimido-7-oxa-bicyclo[4.1.0]heptan-3-
carbonsäure
Zu einer Lösung aus 0.74 mmol (200 mg) cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-carbonsäure (33)
in 20 ml DCM wird langsam eine Lösung aus 1.2 mmol (203 mg) m-Chlorperbenzoesäure in
5 ml DCM bei Raumtemperatur getropft. Die Reaktionslösung wird bei Raumtemperatur
weitere 8 Tage gerührt. Die organische Phase wird nacheinander mit Wasser, 10 %iger
NaHCO3-Lösung und Wasser ausgeschüttelt. Anschließend wird die organische Phase mit
Natriumsulfat getrocknet, und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Es findet keine
Umsetzung statt.
4.3.3.12
Darstellungsversuch
von
cis-3-Phthalimido-5-hydroxy-cyclohexancarbon-
säure
4.3.3.12.1 Mit in situ hergestelltem Diboran in THF
Die Durchführung erfolgt nach dem unter 4.3.3.4 beschriebenen Versuch.
1 mmol (271 mg)
cis-5-Phthalimidocyclohex-3-en-carbonsäure (33)
14 mg
Natriumborhydrid in 2.5 ml THF
22.2 mg
Essigsäure in 0.5 ml THF
Experimenteller Teil
40 mg
Natriumhydroxid in 0.2 ml Wasser
14 ml
Wasserstoffperoxidlösung (30 %)
92
Nach Entfernen des Lösungsmittels am Rotationsverdampfer wird das Edukt in verunreinigter
Form wiedererhalten. Spuren eines Produktes sind im NMR nicht zu erkennen.
4.3.3.12.2 Mit Diboran in Pyridin
Die Durchführung des Versuches erfolgt wie unter 4.3.3.4 beschrieben.
3.56 mmol (0.965 g)
5-Phthalimido-cyclohex-3-en-carbonsäure (33) in 5 ml THF
18.8 mmol (2.0 ml)
Diboran in Pyridin (≥ 95 %) in 5 ml THF
180 mg
Natriumhydroxid in 1 ml Wasser
1 ml
Wasserstoffperoxidlösung (30 %)
Abweichend wird bei diesem Versuch das Reaktionsgemisch auf 100 °C erwärmt, und drei
Stunden unter Rückfluß gehalten. Man erhält das Edukt in verunreinigter Form zurück.
4.3.3.12.3 Mit Diboran in THF
Der Versuch wird unter den in Kapitel 4.3.3.4 beschriebenen Bedingungen durchgeführt.
3.56 mmol (0.965 g)
5-Phthalimido-cyclohex-3-en-carbonsäure (33) in 5 ml THF
6.0 mmol (6.0 ml)
Diboran in THF (1 M) in 5 ml THF
180 mg
Natriumhydroxid in 1 ml Wasser
1 ml
Wasserstoffperoxidlösung (30 %)
Es findet keine Umsetzung statt.
4.3.3.13
5-Methoxy-cyclohex-3-en-carbonsäureethylester (35)
Es wird eine gelbliche Suspension aus 8 mmol (1.864 g) 5-Bromocyclohex-3-encarbonsäureethylester (29), 8 mmol (0.256 g, 0.32 ml) MeOH, 8 mmol (1.104 g)
Kaliumcarbonat und 1.6 ml Aceton hergestellt. Diese wird 16 Stunden unter Rückfluß erhitzt,
und nach dem Abkühlen mit Wasser verdünnt. Nach der Phasentrennung wird die wäßrige
Phase noch zweimal mit EE extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden mit 1 M
Natriumhydroxidlösung und Wasser ausgeschüttelt. Die Essigesterphase wird über
Natriumsulfat getrocknet und das Lösungsmittel am Rotationsverdamfer entfernt. Das
Rohprodukt wird als gelbe Flüssigkeit erhalten.
Ausbeute:
1
1.28 g (7 mmol, 86 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 5.87-5.70 (m, H(4, 3), 2), 4.11 (q, CH2 , 2), 3.74-3.64 (m,
H(5), 1), 3.33 (s, OCH3 , 3), 2.79-2.63 (m, H(1), 1), 2.39-2.00 (m, H(2, 6), 4), 1.22 (t, CH3 , 3)
Experimenteller Teil
93
MS (EI, 70 eV): 184 (3), 155 (5), 139 (10), 111 (100), 95 (8), 84 (20), 79 (44), 69 (23), 43
(26), 29 (24)
Rf (PE/EE, 4:1) = 0.43
4.3.3.14
3-Methoxy-4-Cyclohexencarbonsäuremethylester (36)
Williamson-Synthese
Aus 0.09 mol (3.64 ml) MeOH und 0.019 mol (0.43 g) Natrium wird bei Raumtemperatur
eine Methanolatlösung hergestellt. Hierzu werden eine Spatelspitze Kaliumiodid und 0.015
mol
(3.5
g)
5-Bromocyclohex-3-en-carbonsäureethylester
(29)
gegeben.
Das
Reaktionsgemisch wird anschließend unter Rückfluß vier Stunden erhitzt. Nach dem
Abkühlen wird die Lösung mit EE extrahiert. Die organische Phase wird über Natriumsulfat
getrocknet, und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Es resultiert ein Rohprodukt aus
einem gelben Öl und einem weißen Feststoff, der nach Verdünnung mit Chloroform abfiltriert
werden kann. Das Filtrat wird im Vakuum wieder eingeengt, so daß ein gelb-oranges Öl
verbleibt.
Ausbeute:
1
1.09 g (6.5 mmol, 43 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 6.16-5.55 (m, H(4,3), 2), 3.68-3.53 (m, H(5), OOMe, 4),
3.24 (s, OCH3 , 3), 2.69-2.08 (m, H(1,2,6), 5)
MS (EI, 70 eV): 170 (5), 138 (24), 125 (5), 111 (100), 105 (47), 95 (12), 84 (22), 79 (94), 77
(68), 69 (18), 58 (38), 51 (23), 41 (28), 39 (22), 27 (23)
4.3.3.15
3,4-Bromo-5-methoxy-cyclohexancarbonsäuremethylester (37)
Eine Lösung aus 6.4 mmol (1.09 g) 5-Methoxy-cyclohex-3-en-carbonsäureethylester (35) und
zwei Spatelspitzen Natriumbromid in 20 ml Chloroform wird auf –20 °C gekühlt. Hierzu
werden 42.2 mmol (3.2 ml) einer wäßrigen Bromwasserstofflösung langsam zugetropft.
Anschließend wird das Reaktionsgemisch auf –30 °C gekühlt, und eine Lösung aus 6.4 mmol
(1.021 g, 0.32 ml) Brom und 15 ml Chloroform zugetropft. Die Reaktionslösung wird auf
Raumtemperatur gebracht und 18 Stunden weiter gerührt. Die organische Phase wird zunächst
mit einer 10 %igen Natriumsulfidlösung gewaschen, um das nicht umgesetzte Brom zu
reduzieren. Es tritt in diesem Fall eine Entfärbung des Reaktionsgemisches ein. Zur
Reinigung wird weiterhin mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung und schließlich mit
Wasser ausgeschüttelt. Die organische Phase wird mit Natriumsulfat getrocknet, und das
Experimenteller Teil
94
Lösungmittel am Rotationsverdampfer entfernt. Es verbleibt ein hochviskoses Öl, das
aufgrund einer möglichen Instabilität der Bromidverbindung nicht weiter chromatographisch
gereinigt wird.
Ausbeute: 1.7659 g (5.4 mmol, 84 %, Dibromid)
1
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 4.91-4.58 (m, H(5), 1), 4.43-4.32 (m, H(3, 4), 2), 3.69 (s,
OOCH3 , 3), 3.64 (s, OCH3 , 3), 3.04-2.92 (m, H(1), 1), 2.74-2.55 (m, H(2, 6), 2), 2.39-2.09 (m,
H(2, 6), 2),
MS (EI, 70 eV): 332 (2), 330 (4), 328 (2), 301 (12), 299 (25), 297 (14), 251 (22), 249 (23),
219 (51), 217 (52), 169 (16), 159 (23), 137 (63), 105 (20), 93 (38), 79 (100), 77 (88), 59 (74),
53 (33), 39 (38), 27 (37)
4.3.3.16
Cyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (38)
Die Durchführung der Esterdarstellung erfolgt nach AAV 4.2.5.1.
79.4 mmol (10.0 g)
3-Cyclohexencarbonsäure (97 %) (27)
160 ml
MeOH
12.7 ml
Thionylchlorid
Ausbeute:
6.55 g (47.8 mmol, 60 %) eines braunen Öles, welches einen leicht
aromatischen Geruch verbreitet.
1
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 5.64 (s, H(3, 4), 2), 3.65 (s, CH3 , 3), 2.60-2.50 (m, H(1), 1),
2.21 (br. d, H(2, 5), 2), 2.09-1.94 (m, H(2, 4, 5), 3), 1.74-1.54 (m, H(6), 1)
MS (EI, 70 eV): 140 (4), 126 (17), 108 (33), 97 (11), 81 (100), 80 (81), 79 (43), 71 (29), 54
(27), 41 (40)
4.3.3.17
5-Bromocyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (39)
Aus 43.6 mmol (6.11 g) des Cyclohex-3-en-carbonsäuremethylesters (38) wird analog zur
Synthese (29) ein Gemisch des allylisch bromierten Eduktes erhalten. Dabei kann ein
Gemisch des 5-Bromocyclohex-3-encarbonsäuremethylesters der cis/trans-Isomere im
Spektrum erkannt werden. Eine Trennung erscheint allerdings aufgrund geringer
Unterschiede der Rf-Werte und der Instabilität der analogen Ethylesterverbindung nicht
ratsam.
1
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 5.92-5.73 (m, H(3, 4), 2), 4.86-4.82 (m, H(5a), 0.6), 4.73-
4.71 (m, H(5b), 0.4), 3.67 (s, CH3 , 3), 3.28-3.16 (m, H(1b), 0.4), 3.10-2.94 (m, H(1a), 0.6),
Experimenteller Teil
95
2.67-1.91 (m, H(2, 6), 4)
MS (EI, 70 eV): 220 (2), 218 (3), 205 (7), 203 (8), 138 (8), 122 (34), 105 (100), 81 (18), 79
(32), 51 (29)
4.3.3.18
Darstellungsversuch von 5-Bromo-7-oxa-bicyclo[4.1.0]heptan-3-carbonsäuremethylester
Analog zu 4.3.3.5.1
werden
1.92
mmol
(420
mg)
des
5-Bromocyclohex-3-en-
carbonsäuremethylesters (39) in 40 ml DCM und 450 mg m-Chlorperbenzoesäure in 10 ml
des selben Lösungsmittels umgesetzt. Aber auch hier zeigt die Reaktionskontrolle per DCAnalyse keinerlei Umsetzung, so daß die Reaktion nach drei Wochen abgebrochen wird.
4.3.3.19
Darstellungsversuch
von
3-Bromo-5-hydroxy-cyclohexancarbonsäure-
methylester
4.3.3.19.1 Mit NaBH4 und Essigsäure in THF
Zur
Darstellung
werden
carbonsäuremethylester
(39)
2
mmol
verwendet.
(455
Die
mg)
des
Durchführung
5-Bromocyclohex-3-enerfolgt
analog
zum
Darstellungsversuch 4.3.3.4.
Auch in diesem Fall wird das Edukt in verunreinigter Form wiedergewonnen.
4.3.3.19.2 Mit Diboran in Pyridin
In einem 25 ml Kolben wird eine Lösung aus 4.34 mmol (950 mg) 5-Bromocyclohex-3-encarbonsäuremethylester (39) unter Argon mit Eisbadkühlung vorgelegt. Zu dieser Lösung
wird eine Lösung aus 4.23 mmol Diboran in Pyridin (0.418 g, 0.45 ml, ≥ 95 %) mit 3 ml THF
zugetropft. Das Reaktionsgemisch wird langsam auf Raumtemperatur gebracht, und weitere
zwei Stunden gerührt. Anschließend wird die Reaktionlösung nochmals für eine halbe Stunde
auf 50 °C erwärmt. Ist die Lösung auf RT abgekühlt, werden 170 mg Natriumhydroxid in 1
ml Wasser gelöst und zugetropft. Nachdem 0.6 ml einer 30 %igen Wasserstoffperoxidlösung
zugetropft worden sind, wird das Reaktionsgemisch zwei Stunden gerührt, und anschließend
mit Chloroform dreimal extrahiert. Die organische Phase wird über Natriumsulfat getrocknet,
und später am Rotationsverdampfer entfernt. Es verbleibt ein gelbes Öl, bei dem im NMR die
Doppelbindung zu erkennen ist, wobei es sich nicht um das Edukt handelt.
Experimenteller Teil
4.3.3.20
96
5-Azidocyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (40)
Bei Raumtemperatur wird eine Lösung aus 36.4 mmol (7.97 g) 5-Bromocyclohex-3-encarbonsäuremethylester (39), 36.4 mmol (2.37 g) Natriumazid und 50 ml DMF hergestellt,
und 20 Stunden bei Raumtemperatur gerührt. Nachdem das Reaktionsgemisch für zwei
Stunden auf 90 °C erhitzt worden ist, wird es auf Eiswasser gegossen und dreimal mit
Dichlormethan extrahiert. Die organische Phase wird über Natriumsulfat getrocknet, und das
Lösungsmittel am Rotationsverdampfer entfernt.
Ausbeute:
1
5.80 g (32.0 mmol, 88 %) eines gelben Feststoffes.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 5.91-5.81 (m, H(4), 1), 5.60 (br. d, H(3), 1), 3.99-3.87 (m,
H(5), 1), 3.65 (s, CH3 , 3), 2.69-2.53 (m, H(1), 1), 2.41-2.16 (m, H(2, 6), 4) [64]
MS (EI, 70 eV): 139 (M+-N 3 ) (36), 140 (31), 113 (18), 105 (11), 94 (38), 79 (100), 67 (52), 55
(37), 41 (63)
4.3.3.21
5-Aminocyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (41)
Zur Reduktion der Azidofunktion werden 16.6 mmol (3.0 g) 5-Azidocyclohex-3-encarbonsäuremethylester (40) und 18.3 mmol (4.78 g) Triphenylphosphin bei Raumtemperatur
in 80 ml THF gelöst, und anschließend für zwei Stunden auf 50 °C erwärmt. Dabei zeigt eine
Stickstoffentwicklung die ablaufende Reaktion an. Nach dem Abkühlen wird die
Reaktionslösung mit 41.5 ml einer 30 %igen Ammoniaklösung versetzt und hinterher dreimal
mit jeweils 100 ml Chloroform extrahiert. Die organische Phase wird mit 2 N Salzsäure
gewaschen, mit Benzol extrahiert und anschließend mit 2 N Natronlauge stark alkalisch
gemacht. Noch einmal wird mit Dichlormethan extrahiert. Die organischen Phasen werden
gesammelt, vereinigt und über Natriumsulfat getrocknet. Nach dem Entfernen des
Lösungsmittels im Vakuum wird ein Rohprodukt erhalten.
Ausbeute:
1
2.16 g (13.8 mmol, 83 %).
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 6.11-5.98 (m, H(4), 1), 5.68-5.47 (m, H(3), 1), 3.70-3.59
(m, H(5), 1), 3.68 (s, OCH3 , 1.5), 3.62 (s, OCH3 , 1.5), 3.39 (br. s, NH2 , 2), 2.45-2.29 (m,
H(1), 1), 2.27-2.11 (m, CH2 , 2), 1.80-1.72 (m, CH2 , 2)
MS (EI, 70 eV): 157 (33), 152 (83), 131 (36), 115 (28), 77 (72), 57 (23), 51 (100), 39 (47)
4.3.3.22
5-(Boc-amino)-cyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (42)
Die Einführung der Schutzgruppe erfolgt gemäß der AAV 4.2.6.1.
Experimenteller Teil
8.3 mmol (1.28 g)
5-Aminocyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (41)
0.7 g
Natriumhydrogencarbonat
2.0 g
Boc2 -O
8 ml
Wasser
17 ml
Dioxan
Ausbeute:
1
97
1.819 g (7.13 mmol, 86 %) eines weißen Feststoff.
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 5.77-5.60 (m, H(4), 1), 5.49 (br. d, H(3), 1), 4.55 (br. d,
NH, 0.8), 4.19 (br. s, H(5), 1), 3.60 (s, CH3 , 3), 2.73-2.55 (m, H(1), 1), 2.34-2.04 (m, H(2,6),
4), 1.44 (s, Boc, 9)
MS (EI, 70 eV): 255 (8), 207 (12), 183 (100), 152 (48), 139 (18), 108 (27), 57 (32), 51 (76),
47 (33)
4.3.3.23
Darstellungsversuch von 3-(Boc-amino)-5-hydroxy-cyclohexancarbonsäuremethylester
Die Durchführung erfolgt nach dem Versuch 4.3.3.19.2.
7.13 mmol (1.82 g)
5-(Boc-amino)-cyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (42) in 5 ml
THF
32.9 mmol (3.5 ml)
Diboran in Pyridin (≥95 %) in 5 ml THF
250 mg
Natriumhydroxid
2 ml
Wasser
1 ml
Wasserstoffperoxidlösung (30 %)
Das Edukt wird in verunreinigter Form zurück erhalten.
4.3.3.24
Darstellungsversuch von 5-(Boc-amino)-7-oxa-bicyclo[4.1.0]heptan-3-carbonsäuremethylester
Die Durchführung des Versuches erfolgt nach 4.3.3.5.1.
2.5 mmol (0.638 g)
5-(Boc-amino)-cyclohex-3-en-carbonsäuremethylester (42) in 2.5 ml
Dichlormethan
7.2 mmol (1.247 g)
m-Chlorperbenzoesäure
Man erhält ein schwach gelbes hochviskoses Öl, bei dem es sich um das verunreinigte Edukt
handelt.
Experimenteller Teil
98
4.3.4
Cyclohexanderivate aus Aromaten
4.3.4.1
Darstellungsversuch von 4-Amino-2-hydroxy-cyclohexancarbonsäure
Die Durchführung der Hydrierung erfolgt nach der AAV 4.2.1.1.
33 mmol (5.05 g)
4-Aminosalicylsäure (44)
0.6 g
Platin(IV)oxid
120 ml
Wasser
Die Suspension wird 5 d bei einem Wasserstoffdruch von 4 bar hydriert und anschließend mit
1 M Natronlauge versetzt, so daß eine klare braune Lösung entsteht, von der der Katalysator
abfiltriert werden kann. Nach Einengen des Filtrates wird ein weiß-brauner kristalliner
Feststoff erhalten, der nach 1 H-NMR-Analyse (200 MHz, d6 -DMSO) dem verunreinigten
Edukt entspricht.
4.3.4.2
Darstellungsversuch von 5-Amino-2-hydroxy-cyclohexancarbonsäure
Ausgehend von 5-Aminosalicylsäure (43) werden nach AAV 4.2.1.1 und AAV 4.2.1.2
nachfolgende Reaktionen durchgeführt:
Lösungsmittel
Katalysator
H2 -Druck [bar]
Temperatur [°C]
Dauer [d]
(1)
H2 O/EtOH (2/1)
PtO2
1
23
1d
(2)
H2 O/EtOH (2/1)
PtO2
4
23
1d
(3)
MeOH
Raney-Ni
4
23
5d
(4)
THF
Rh(II)OAc 2
4
23
5d
(5)
THF
Rh/C
20
23
1d
(6)
THF
Rh/C
60
23
1d
(7)
DMF
Rh/C
60
23
1d
(8)
H2 O
PtO2
60
70
1d
(9)
H2 O, H+
PtO2
60
70
7d
EtOH
Raney-Ni
190
80
1d
(10)
Tabelle 4-1
Reaktionsbedingungen der durchgeführten Hydrierungen an 5-Aminosalicylsäure (43)
Experimenteller Teil
99
Bei allen Reaktionen wird nach Abfiltrieren des Katalysators und Einengen der Lösung ein
Feststoff erhalten, der im 1 H-NMR (200 MHz, d6 -DMSO) dem verunreinigten Edukt
entspricht.
Bemerkenswert ist die Reaktion (4), in der Rhodium(II)-diacetat verwendet wird.
Die Durchführung der Hydrierung erfolgt nach der AAV 4.2.1.1.
16.3 mmol (2.50 g)
5-Aminosalicylsäure (43)
0.5 g
Rhodium(II)diacetat
80 ml
THF
Die Suspension wird 5 d unter 4 bar Wasserstoff hydriert. Der Niederschlag wird abfiltriert,
wobei es sich um das aromatische Edukt handelt. Das Filtrat zeigt bei der DC-Analyse neben
einem Peak des Eduktes diverse Nebenprodukte. Eine Säulenchromatische Trennung
(CHCl3 :EE, 1:1, 3×35 cm) liefert zum einen den Katalysator (Rf = 0.49) und das Edukt (Rf =
0.01). Nach Wechsel des Laufmittels (Butanon:H2 O:i-Amylalkohol, 22:1:1) werden zwar
sieben Fraktionen aufgenommen, bei denen es sich allerdings um Mischfraktionen handelt.
Die 1 H-NMR-Analyse (200 MHz, d6 -DMSO) ermöglicht keine genaue Identifizierung, zeigt
allerdings, daß es sich um aromatische Verbindungen handeln muß. Zumindest ist kein Anteil
einer Cyclohexanverbindung zu erkennen.
4.3.4.3
5-Amino-phthalsäuremonomethylester (47)
Die Durchführung der Hydrierung erfolgt nach der AAV 4.2.1.1.
6.6 mmol (1.50 g)
5-Nitrophthalsäuremonomethylester (46)
0.4 g
Rhodium auf Kohle (5%)
30 ml
THF
Ausbeute:
1
1.262 g (6.5 mmol, 98 %)
H-NMR (200 MHz, d6 -DMSO): δ = 12.97 (br. s, OH, 0.29), 7.64 (s, H(2), 1), 7.38 (t, H(4,
6), 2, J = 1.26 Hz), 5.70 (br.s, NH2 , 1.4), 3.82 (s, CH3 , 3)
C-NMR (200 MHz, d6 -DMSO): δ = 167.43, 166.50, 149.76, 132.24, 130.85, 118.86,
13
118.10, 117.41, 52.46
MS (EI, 70 eV): 195 (100), 164 (83), 136 (34), 108 (27), 80 (9), 65 (12), 36 (10)
Rf (Butanon/i-Amylalkohol/Wasser, 7:1:1)= 0.58
Das Reaktionsgemisch wird 24 h bei 60 °C und 60 bar Wasserstoff hydriert. Der Versuch
neben der Nitrofunktion auch das aromatische System zu hydrieren scheiterte unter diesen
Bedingungen.
Experimenteller Teil
4.3.4.4
100
3-Methoxy-5-nitrobenzoesäure (49) [32]
In einem Dreihalskolben werden 10 ml MeOH unter Argon und Eisbadkühlung vorgelegt, und
portionsweise mit 0.16 mol (1.13 g) Lithiumdraht versetzt. Nach Zugabe des Lithiums wird
soviel MeOH zugegeben, daß eine weiße Suspension entsteht. Nach Verdünnen mit 100 g
DMPU werden 40.8 mol (8.66 g) 3,5-Dinitrobenzoesäure zugegeben, wobei sofort ein
intensiv purpur farbenes Reaktionsgemisch entsteht. Die Lösung färbt sich im weiteren
Verlauf der Reaktion dunkel blau. Das Reaktionsgemisch wird für 4 Stunden auf 70 °C
erwärmt und anschließend weitere 12 Stunden bei Raumtemperatur gerührt. Die resultierende
braune Lösung wird auf eine Mischung aus 500 g Eis und 90 ml 6 M Schwefelsäure gegossen.
Nachfolgend wird die wäßrige Phase dreimal mit jeweils 200 ml EE extrahiert. Die
organische Phase wird über Natriumsulfat getrocknet, und das Lösungsmittel am
Rotationsverdampfer entfernt.
Ausbeute:
1
4.260 g (21.6 mmol, 53 %) des beigen Feststoffes.
H-NMR (200 MHz, d6 -DMSO): δ = 13.21 (br.s, OH, 0.7), 8.20 (t, H(6), 1), 7.82 (t, H(4),1),
7.70 (dd, H(2), 1), 3.89 (s, CH3 , 3)
C-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 165.58 (COO), 160.20 (C(3)), 149.04 (C(5)), 133.86
13
(C(4)), 121.23 (C(1)), 116.11 (C(2)), 112.42 (C(6)), 56.43 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 197 (100), 151 (38), 139 (10), 108 (13), 95 (36), 75 (10), 69 (10), 63 (32),
36(14)
Rf (CHCl3 )= 0.21
4.3.4.5
3-Amino-5-methoxy-benzoesäure (50)
Die Durchführung der Hydrierung erfolgt nach der AAV 4.2.1.2.
11.2 mmol (2.23 g)
3-Methoxy-5-nitro-benzoesäure (49)
0.5 g
Rhodium auf Kohle (5%)
200 ml
Ethanol-Wasser-Gemisch, 1:1
Die Lösung wird 3 Stunden bei einer Temperatur von 80 °C mit einem Wasserstoffdruck von
250 bar hydriert. Von der resultierenden braunen Lösung wird der Katalysator abfiltriert, und
das Filtrat danach im Vakuum eingeengt, so daß ein brauner Feststoff zurückbleibt. Es handelt
sich dabei um die zum Amin reduzierte aromatische Verbindung, die zur Analyse
chromatographisch gereinigt wird.
Ausbeute:
1
1.92 g , 11.2 mmol, 100%
H-NMR (200 MHz, d6 -DMSO): δ = 10.86 (br. s, OH, 0.9), 7.68 (s,NH3 +, 3), 8.63 (dd, H(6),
Experimenteller Teil
101
1), 6.72 (m,H(4), 1), 6.30 (t, H(2), 1), 3.67 (s,CH3 , 3)
C-NMR (200 MHz, d6 -DMSO): δ = 171.48 (COO), 166.44 (C(5)), 159.14 (C(3)), 131.83
13
(C(1)), 110.47 (C(2)), 106.74 (C(4)), 106.03 (C(6)), 54.11 (CH3 )
MS (EI, 70 eV): 176 (100), 150 (5), 137 (18), 120 (22), 107 (11), 96 (14), 94 (36), 92 (12), 79
(14), 52 (17), 36 (19)
(CHCl3 :MeOH:HAc, 200:20:1, 2×15 cm Flash, Rf = 0.19)
4.3.4.6
Darstellungsversuch von 3-Amino-5-methoxy-cyclohexancarbonsäure
Ausgehend von 3-Amino-5-methoxy-benzoesäure (50) werden folgende Versuche nach AAV
4.2.1.2 durchgeführt:
Lösungsmittel
Katalysator
H2 -Druck [bar]
Temperatur [°C] Dauer [d]
(1)
H2 O/NaOH (0.5M)
PtO 2
250
150
12d
(2)
H2 O/NaOH (0.5M)
Rh/C
250
190
12d
Tabelle 4-2
Reaktionsbedingungen der durchgeführten Hydrierungen 3-Amino-5methoxy-benzoesäure (50)
In beiden Fällen wird nach dem Abfiltrieren des Katalysators und Einengen der Lösung ein
brauner Feststoff erhalten. Die 1 H-NMR-Analysen (200 MHz, d6 -DMSO) zeigen allerdings,
daß es sich bei dem Rohprodukt um das verunreinigte Edukt handelt. Anteile einer Cyclohexancarbonsäure sind im Spektrum nicht zu erkennen.
4.3.4.7
3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (51)
Die Durchführung der Hydrierung erfolgt nach der AAV 4.2.1.2.
0.153 mol (27.65 g)
4-Methyl-3-nitrobenzoesäure
0.6 g
Rhodium auf Kohle (5%)
250 ml
1 M NaOH-Lösung
Die Lösung wird 10 Tage bei 180 °C und einem Wasserstoffdruck von 250 bar in einem
Autoklaven belassen. Die vom Katalysator befreite Lösung liefert nach Entfernen des
Lösungsmittels einen beige-kristallinen Feststoff, der im 1 H-NMR keinerlei aromatische
Protonen erkennen läßt.
Ausbeute:
23.51 g (0.149 mol, 98 %)
Bei dem erhaltenen Produkt handelt es sich um ein Gemisch unterschiedlicher Isomere, die
Experimenteller Teil
102
auf dieser Stufe chromatographisch nicht getrennt werden können.
Rf (Chloroform/MeOH, 10:1) = 0.02
Zur Trennung wird das Rohprodukt derivatisiert. Verschiedene Stufen sind denkbar.
4.3.4.8
3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (52)
Die Einführung der Schutzgruppe erfolgt gemäß der AAV 4.2.6.1.
2 mmol (0.312 g)
3-Amino-4-methyl-cyclohe xancarbonsäure (51)
0.176 g
Natriumhydrogencarbonat
0.504 g
Boc2 O
2 ml
Wasser
3 ml
Dioxan
Die geschützte Verbindung liegt als weiße Feststoff vor.
Ausbeute:
1
0.440 g (1.72 mmol, 86 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 4.55-4.19 (m, NH, 1), 3.84-3.10 (m, H(3), 1), 2.66-1.08 (m,
H(1,4), CH2 (2,5,6), 8), 1.46, 1.40, 1.38, 1.37 (s, Boc, 9), 0.92-0.80 (m, CH3 , 3),
MS (EI, 70 eV): 257 (2), 201 (11), 184 (7), 156 (23), 140 (34), 112 (18), 95 (20), 83 (22), 70
(16), 57 (100), 44 (54)
Rf (Hexan/TBME/HAc, 200:200:1) = 0.48
Zwar können bei der analytischen HPLC fünf Peaks aufgezeichnet werden, allerdings genügt
die Trennung nicht zur präparativen Auftrennung. Es werden lediglich Mischfraktionen
gesammelt, die eine genauere Strukturanalyse nicht ermöglichen.
4.3.4.9
3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäuremethylester (53)
Die Durchführung der Esterdarstellung erfolgt nach AAV 4.2.5.1.
8.0 mmol (1.26 g)
3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (51)
35.2 ml
MeOH
2.6 ml
Thionylchlorid
Ausbeute:
1
1.19 g (7.0 mmol, 87 %)
H-NMR (200 MHz, CD3 OD): δ = 8.20 (br. s, NH3 +, 3), 3.68 (br. s, H(3), 0.15), 3.58, 3.56,
3.54, 3.53 (s, CH3 , 3), 3.48-2.87 (m, H(3), 0.85), 2.79-2.07 (m, H(1), 1), 2.02-1.10 (m,
H(2,4,5,6), 7), 1.04-0.73 (m, CH3 , 3)
MS (EI, 70 eV): 171 (22), 135 (11), 112 (100), 95 (15), 79 (24), 70 (59), 43 (51)
Experimenteller Teil
103
Das Produkt wird zwar erhalten und kann charakterisiert werden, eine Trennung der Isomere
ist allerdings nicht möglich.
Rf (Butanon/i-Amylalkohol/Wasser, 7:1:1) = 0.21
4.3.4.10
3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester 61
Die Esterdarstellung erfolgt nach der AAV 4.2.5.2.
0.127 mol (20.0 g)
3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (51)
740 ml
Ethanol
42 ml
Thionylchlorid
Ausbeute:
1
19.74 g (0.107 mol, 84 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 8.30 (br. s, NH3 +, 3), 4.04-3.89 (m, CH2 , 2), 3.56-3.12 (m,
H(3), 1), 2.75-1.97 (m, H(1,2,4,5,6), 3), 1.87-1.12 (m, H(1,2,4,5,6), 5), 1.13-0.91 (m, CH3 , 6)
MS (EI, 70 eV): 186 (8), 140 (24), 130 (20), 123 (17), 112 (26), 98 (33), 95 (100), 73 (26), 55
(42), 41 (42), 29 (56)
Das Produktgemisch wird zwar erhalten und kann charakterisiert werden, eine Trennung der
Isomere ist allerdings nicht möglich.
Rf (Hexan/TBME/HAc, 200:100:1) = 0.02
4.3.4.11
3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55)
Die Einführung der Schutzgruppe erfolgt gemäß der AAV 4.2.6.1.
0.1 mol (18.51 g)
3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (54)
8.79 g
Natriumhydrogencarbonat
25.17 g
Boc2 -O
98 ml
Wasser
147 ml
Dioxan
Das Produkt wird als weißer Feststoff gewonnen.
Ausbeute:
24.23 g (0.085 mol, 85 %)
Trennung der Isomere:
Reinigung und Trennung der Diastereomeren erfolgt zunächst durch eine Flash-Säule
(Hexan/TBME, 3:1) und anschließend durch HPLC mit dem angegeben Lösungmittel und
Detektion mittels Refraktometer. Neben Mischfraktionen werden die Reinfraktionen lediglich
als detektierte Peakspitzen erhalten.
Experimenteller Teil
104
Die Trennung größerer Mengen mittels Lowbar führte zu einer verminderten Trennleistung
und zu vermehrten Mischfraktionen. Im Falle der Lowbar wird die Detektion der Isomeren
und deren Reinheit in den Fraktionen mit der analytischen HPLC und Refraktometer
vorgenommen.
4.3.4.11.1 (±
± )-1S,3S,4R-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55a)
1
H-NMR (400 MHz, CDCl3 , 300 K): δ = 4.58 (br. s, NH, 1), 4.09 (q, CH2 , 2), 3.65 (br. s,
H(3a), 1), 2.38 (tt, H(1a), 1, J= 10.54 Hz, 4.27 Hz), 2.05 (m, H(4e), 1), 1.83 (dt, H(2e), 1, J=
13.05 Hz, 4.02 Hz), 1.67-1.52 (m, H(2a, 5, 6), 5), 1.41 (s, Boc, 9), 1.22 (t, CH3 , 3), 0.87 (d,
CH3 , 3)
1
H-NMR (400 MHz, CDCl3 , 263 K): δ = 4.62 (d, NH, 0.91, J= 7.03 Hz), 4.49 (d, NH, 0.09,
J= 6.02 Hz), 3.64 (dq, H(3a), 0.92, J= 15.68 Hz, 4.27 Hz), 3.47 (br. s, H(3a), 0.08), die
übrigen Signale zeigen kaum Veränderung oder nur eine Signalverbreiterung
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ): δ = 175.28 (COO), 155.25 (COO(Boc)), 60.32 (CH2 ), 50.87
13
(C(3)), 41.89 (C(1)), 31.32 (C(4)), 29.99 (C(6)),29.56 (C(2)),28.42 (CH3 (Boc)), 22.86 (C(5)),
14.17 (CH3 ), 12.30 (CH3 (Et))
MS (FAB, m/e): 286 (M+H)+, 186 (M-Boc)+
Rt (analyt. HPLC:Hexan/TBME, 9:1) = 34-37.5 min
Rt (präp. HPLC:Hexan/TBME, 5:1) = 29.5-32 min
Ausbeute:
2.530 g (8.87 mmol, 8.9 %)
4.3.4.11.2 (±
± )-1S,3S,4S-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55b)
1
H-NMR (400 MHz, CDCl3 , 300 K): δ = 4.29 (br. s, NH, 1), 4.08 (q, CH2 , 2), 3.14 (br. d,
H(3a), 1, J= 6.53 Hz), 2.35 (tt, H(1a), 1, J= 12.46 Hz, 3.43 Hz), 2.19 (br. d, H(2e), 1, J= 12.54
Hz), 1.90 (ddt, H(6e), 1, J= 12.38 Hz, 5.69 Hz, 2.95 Hz), 1.80 (dq, H(5e), 1, J= 12.92 Hz, 3.26
Hz), 1.41 (s, Boc, 9), 1.34 (dq, H(6a), 1, J= 3.51 Hz, 12.88 Hz), 1.25-1.04 (m, H(2a, 4a, 5a),
3), 1.21 (t, CH3 , 3), 0.94 (d, CH3 , 3)
1
H-NMR (400 MHz, CDCl3 , 263 K): δ = 4.37 (d, NH, 0.91, J= 9.03 Hz), 4.22 (d, NH, 0.09,
J= 8.03 Hz), 3.13 (ddt, H(3a), 0.91, J= 10.48 Hz, 3.10 Hz, 10.79 Hz), 2.97 (br. m, H(3a),
0.09), die übrigen Signale zeigen kaum Veränderung oder nur eine Signalverbreiterung
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ): δ = 174.98 (COO), 155.58 (COO (Boc)), 60.27 (CH2 ), 54.60
13
(C(3)), 42.70 (C(1)), 38.09 (C(4)), 36.07 (C(2)), 33.39 (C(5)), 28.50 (C(6)), 28.41 (CH3
Experimenteller Teil
105
(Boc)), 18.59 (CH3 ), 14.17 (CH3 (Et))
MS (FAB, m/e): 286 (M+H)+, 186 (M-Boc)+
Rt (analyt. HPLC:Hexan/TBME, 9:1) = 49-51.5 min
Rt (präp. HPLC:Hexan/TBME, 5:1) = 37.5-41.5 min
Ausbeute:
1.354 g (4.75 mmol, 4.8 %)
4.3.4.11.3 (±
± )-1S,3R,4R-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55c)
1
H-NMR (400 MHz, CDCl3 , 300 K): δ = 4.50 (br. d, NH, 1), 4.09 (q, CH2 , 2), 3.85 (br. s,
H(3e), 1, J= 8.03 Hz), 2.32 (br. t, H(1a), 1, J= 12.30 Hz), 2.04 (ddt, H(2e), 1, J= 13.72 Hz,
2.84 Hz, 2.89 Hz), 1.90 (ddt, H(6e), 1, J= 12.88 Hz, 5.86 Hz, 3.14 Hz), 1.68-1.51 (m, H(2a,
4e, 5e), 3), 1.45-1.38 (m, H(6a), 1), 1.42 (s, Boc, 9), 1.21 (t, CH3 , 3), 1.06 (br. dq, H(5a), 1, J=
12.72 Hz, 2.64 Hz), 0.87 (d, CH3 , 3)
1
H-NMR (400 MHz, CDCl3 , 263 K): δ = 4.89 (d, NH, 0.12, J= 9.03 Hz), 4.56 (d, NH, 0.88,
J= 9.54 Hz), 3.83 (dq, H(3a), 0.86, J= 9.16 Hz, 3.01 Hz), 3.70 (br. m, H(3a), 0.14), die
übrigen Signale zeigen kaum Veränderung oder nur eine Signalverbreiterung
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ): δ = 175.54 (COO), 155.61 (COO (Boc)), 60.32 (CH2 ), 49.56
13
(C(3)), 37.97 (C(1)), 34.22 (C(4)), 33.96 (C(5)), 28.40 (CH3 (Boc)), 28.26 (C(6)), 28.18
(C(2)), 18.03 (CH3 ), 14.18 (CH3 (Et))
MS (FAB, m/e): 286 (M+H)+, 186 (M-Boc)+
Rt (analyt. HPLC:Hexan/TBME, 9:1) = 40-44 min
Rt (präp. HPLC:Hexan/TBME, 5:1) = 33.5-37 min
Ausbeute:
4.3.4.12
0.421. g (1.48 mmol, 1.5 %)
(±
± )-1S,3S,4R-3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (56a)
Die Boc-Schutzgruppe wird mit TFA nach der AAV 4.2.6.2.1 abgespalten.
1.21 mmol (0.330 g)
(±)-1S,3S,4R-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55a)
8 ml
Ausbeute:
1
TFA/DCM, 2:1
0.209 g (1.21 mmol, 100 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 7.52 (br. s, NH3 +, 3), 4.13 (q, CH2 , 2), 3.45 (br. s, H(3), 1),
2.57 (m, H(1), 1), 2.11-1.55 (m, H(2, 4, 5, 6), 7), 1.14 (t, CH3 , 3), 1.02 (d, CH3 , 3)
Experimenteller Teil
106
MS (EI, 70 eV): 185 (18), 179 (14), 151 (6), 140 (15), 134 (13), 128 (19), 112 (100), 106
(13), 95 (16), 70 (39), 56 (35), 51 (21), 45 (49), 30 (17)
4.3.4.13
(±
± )-1S,3S,4R-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (57a)
Der Ester wird gemäß AAV 4.2.5.3 durch alkalische Verseifung gespalten.
2.73 mmol (0.670 g)
(±)-1S,3S,4R-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55a)
5.5 ml
MeOH
6.1 ml
1 M NaOH
2.8 ml
1 M HCl
Ausbeute:
1
0.522 g (2.13 mmol, 78 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ) δ = 10.62 (br. s, OH, 1), 4.58 (d, NH, 1, J= 7.78 Hz), 3.65 (br. s,
H(3), 1), 2.44-1.30 (m, H(1, 2, 4, 5, 6), 8), 1.42 (s, Boc, 9), 0.88 (d, CH3 , 3)
MS (EI, 70 eV): 245 (2), 201 (9), 156 (17), 140 (9), 123 (7), 112 (19), 100 (14), 95 (18), 83
(12), 70 (22), 57 (100), 41 (36), 29 (16)
4.3.4.14
(±
± )-1S,3S,4R-3-[((±
± )-1S,3S,4R-3-Boc-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)amino]-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (58a)
Die Kopplung mit EDC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
1.21 mmol (0.209 g)
Monomer (56a)
1.21 mmol (0.296 g)
Monomer (57a)
12 ml
DMF
1.21 mmol (0.463 g)
HOBT
1.21 mmol (0.237 g)
EDC
0.55 ml
NMM
Ausbeute:
1
0.300 g (0.75 mmol, 62 %)
H-NMR (600 MHz, CDCl3 ): δ = 5.85 (br. s, NH-CO, 1), 4.77 (br. s, NH-Boc, 1), 4.10 (q,
CH2 , 2), 4.00 (sep. , H(3´´), 1, J= 4.31 Hz), 3.67 (br. s, H(3´), 1), 2.45 (sep., H(1´´), 1, J= 4.28
Hz), 2.15 (tt, H(1´), 1, J= 4.28 Hz), 2.05 (br. s, H(4´), 1), 2.00 (br. s, H(4´´), 1), 1.79 (dt,
H(2´´), 1, J= 13.03 Hz, 3.78 Hz), 1.75-1.71 (m, H(2´), 1), 1.69-1.50 (m, H(2,5,6), 6), 1.41 (s,
Boc, 9), 1.22 (t, CH3 , 3), 0.89 (d, CH3 ´, 3), 0.85 (d, CH3 ´´, 3) [65]
Experimenteller Teil
107
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ): δ = 175.69, 174.37 (COO), 155.28 (COO(Boc)), 78.99
13
(C(CH3 )3 ), 60.40 (CH2 ), 50.83, 48.71 (C(3)), 44.25, 44.13, 41.89 (C(1)), 31.46, 31.41, 31.32
(C(4)), 30.38, 30.19, 30.04 (C(6)), 29.89, 29.22, 29.18 (C(2)),28.36 (CH3 (Boc)), 23.72,
23.55, 23.30 (C(5)), 14.11, 13.10 (CH3 ), 12.28, 12.17 (CH3 (Et))
MS (Maldi, m/e): 425 (M++H), 325 (M-Boc)
4.3.4.15
(±
± )-1S,3S,4R-3-[((±
± )-1S,3S,4R-3-Boc-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)amino]-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (59a)
Der Ester wird gemäß AAV 4.2.5.3 durch alkalische Verseifung gespalten.
0.28 mmol (0.097 g)
Dimer (58a)
0.6 ml
MeOH
0.66 ml
1 M NaOH
0.3 ml
1 M HCl
Die Substanz wird als Rohprodukt in die weitere Kopplung eingesetzt.
1
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 6.11 (br. d, NH-CO, 1), 4.78 (br. d, NH-Boc, 1), 4.00 (br. s,
H(3´´), 1), 3.64 (br. s, H(3´), 1), 2.50 (br. s, H(1´´), 1), 2.24-1.93 (m, H(1´, 4´, 4´´), 1.86-1.47
(m, CH2 , 8), 1.41 (s, Boc, 9), 0.87 (2×d, CH3 , 6) [65]
4.3.4.16
(±
± )-1S,3S,4R-3-[((±
± )-1S,3S,4R-3-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)amino]-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (60a)
Die Boc-Schutzgruppe wird mit TFA nach der AAV 4.2.6.2.1 abgespalten.
0.31 mmol (0.132 g)
Dimer (58a)
5 ml
TFA/DCM, 2:1
Die Substanz wird als Rohprodukt in die weitere Kopplungen eingesetzt.
1
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 5.96 (br. s, NH-CO, 1), 4.81 (br. d, NH-Boc, 1), 4.06 (q,
CH2 , 2), 3.96 (m, H(3´´), 1), 3.64 (br. s, H(3´), 1), 2.42 (m, H(1´´), 1), 2.24-1.94 (m, H(1´, 4´,
4´´), 1.82-1.47 (m, CH2 , 8), 1.20 (t, CH3 , 3), 0.84 (2×d, CH3 , 6) [65]
Experimenteller Teil
4.3.4.17
108
(±
± )-1S,3S,4R-3-({(±
± )-1S,3S,4R-3-[((±
± )-1S,3S,4R-3-Boc-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)-amino]-4-methyl-cyclohexan-carbonyl}-amino)-4-methylcyclohexancarbonsäureethylester (61a)
Die Kopplung mit EDC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
0.1 mmol (0.032 g)
Dimer (60a)
0.1 mmol (0.025 g)
Monomer (57a)
1 ml
DMF
0.1 mmol (0.038 g)
HOBT
0.1 mmol (0.019 g)
EDC
0.05 ml
NMM
Ausbeute:
1
0.027 g (0.048 mmol, 48 %)
H-NMR (600 MHz, CDCl3 ): δ = 6.83 (br. s, NH-CO, 1) 6.11 (s, NH-CO, 1), 4.82 (s, NH-
Boc, 1), 4.09 (2×q, CH2 , 2), 4.04 (s, H(3), 1), 3.99 (m, H(3), 1), 3.66 (br. s, H(3), 1), 2.47 (m,
H(1), 1), 2.29 (m, H(1), 1), 2.20 (m, H(1), 1), 2.05 (m, H(4), 1), 1.99 (s, H(4), 1), 1.87 (m,
H(4), 1), 1.81-1.44 (m, H(2, 5, 6), 18), 1.40 (br. s, Boc, 9), 1.22 (2×t, CH3 , 3), 0.89-0.84 (m,
CH3 , 9)
C-NMR (600 MHz, CDCl3 ): δ = 175.84, 174.71, 174.56 (COO), 155.34 (COO (Boc)), 78.99
13
(C(CH3 )3 ), 60.52 (CH2 ), 50.89, 48.80, 47.98 (C(3)), 44.54, 44.27, 42.50, 41.09 (C(1)), 14.15,
12.31, 12.12 (CH3 ), 13.41 (CH3 (Et))
MS (FAB, m/e): 586 (M+Na)+, 564 (M+H)+, 464 (M-Boc)+
4.3.4.18
(±
± )-1S,3S,4R-3-{[(±
± )-1S,3S,4R-3-({(±
± )-1S,3S,4R-3-[((±
± )-1S,3S,4R-3-Bocamino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)-amino]-4-methyl-cyclohexancarbonyl}amino)-4-methyl-cyclohexancarbonyl]-amino}-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (62a)
Die Kopplung mit EDC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
0.2 mmol (0.065 g)
Dimer (60a)
0.2 mmol (0.079 g)
Dimer (59a)
2.0 ml
DMF
0.2 mmol (0.077 g)
HOBT
0.2 mmol (0.039 g)
EDC
0.10 ml
NMM
Ausbeute:
0.060 g (0.09 mmol, 43 %)
Experimenteller Teil
1
109
H-NMR (600 MHz, CDCl3 ): δ = 7.10 (br. s, NH-CO, 2) 6.19 (br. s, NH-CO, 1), 4.82 (br. s,
NH-Boc, 1), 4.11-3.98 (m, CH2 , H(3), 5), 3.66 (br. s, H(3), 1), 2.49 (br. s, H(1), 1), 2.34 (br. s,
H(1), 2), 2.22 (s, H(1), 1), 2.14-1.42 (m, H(2, 4, 5, 6), 28), 1.41 (s, Boc, 9), 1.22 (br. s, CH3 ,
3), 0.90-0.84 (m, CH3 , 12)
C-NMR (600 MHz, CDCl3 ): δ = 175.91, 175.46, 174.78 (COO), 155.33 (COO (Boc)), 78.99
13
(C(CH3 )3 ), 60.57 (CH2 )
MS (FAB, m/e): 725 (M+Na)+, 703 (M+H)+, 603 (M-Boc)+
4.3.4.19
(±
± )-1S,3S,4S-3-Amino-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (56b)
Die Boc-Schutzgruppe wird mit TFA nach der AAV 4.2.6.2.1 abgespalten.
1.21 mmol (0.330 g)
(±)-1S,3S,4S-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55b)
8 ml
Ausbeute:
1
TFA/DCM, 2:1
0.224 g (1.21 mmol, 100 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 7.38 (br. s, NH, 3), 4.11 (q, CH2 , 2), 2.90 (br. s, H(3a), 1),
2.49-2.25 (m, H(1a, 2e), 2), 2.06-1.82 (m, H(6e, 5e), 2), 1.75-1.09 (m, H(6a, 2a, 4a, 5a), 4),
1.22 (t, CH3 , 3), 1.04 (d, CH3, 3)
MS (EI, 70 eV): 185 (18), 156 (8), 140 (13), 128 (16), 112 (100), 95 (12), 70 (34), 56 (31), 51
(18), 45 (40), 30 (17)
4.3.4.20
(±
± )-1S,3S,4S-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (57b)
Der Ester wird gemäß AAV 4.2.5.3 durch alkalische Verseifung gespalten.
2.73 mmol (0.670 g)
(±)-1S,3S,4S-3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55b)
5.5 ml
MeOH
6.1 ml
1 M NaOH
2.8 ml
1 M HCl
Ausbeute:
1
0.548 g (2.24 mmol, 82 %)
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 4.32 (br. d, NH, 1), 3.25-3.10 (m, H(3a), 1), 2.47-2.19 (m,
H(1a, 2e), 1), 2.01-1.73 (m, H(6e, 5e), 2), 1.42 (s, Boc, 9), 1.39-1.06 (m, H(6a, 2a, 4a, 5a), 4),
0.94 (d, CH3, 3)
Experimenteller Teil
110
MS (EI, 70 eV): 245 (1), 201 (14), 155 (16), 140 (11), 112 (17), 100 (12), 95 (17), 70 (21), 57
(100), 41 (26), 29 (15)
4.3.4.21
(±
± )-1S,3S,4S-3-[((±
± )-1S,3S,4S-3-Boc-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)amino]-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (58b)
Die Kopplung mit EDC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
1.21 mmol (0.209 g)
Monomer (56b)
1.21 mmol (0.296 g)
Monomer (57b)
12 ml
DMF
1.21 mmol (0.463 g)
HOBT
1.21 mmol (0.237 g)
EDC
0.55 ml
NMM
Ausbeute:
1
0.325 g (0.81 mmol, 67 %)
H-NMR (600 MHz, CDCl3 ): δ = 5.16 (br. d, NH-CO, 1, J= 7.55 Hz), 4.32 (br. d, NH-Boc, 1,
J= 9.44 Hz), 4.08 (q, CH2 , 2), 3.55-3.48 (m, H(3´´), 1), 3.15 (br. s, H(3´), 1), 2.38 (tt, H(1´´),
1, J= 12.43 Hz, 3.28 Hz), 2.14-2.06 (m, H(1´, 2), 3), 1.92 (br. d, H(6´´), 1, J= 13.22 Hz), 1.841.74 (m, H(5, 6´), 3), 1.51-1.04 (m, H(2,4,5,6), 8), 1.42 (s, Boc, 9), 1.22 (t, CH3 , 3), 0.95 (d,
CH3 ´, 3, J= 6.42 Hz), 0.89 (2×d, CH3 ´´, 3) [65]
C-NMR (400 MHz, CDCl3 ): δ = 174.95, 174.23 (COO), 155.68 (COO (Boc)), 79.06
13
(C(CH3 )3 ), 60.28 (CH2 ), 54.74, 52.68, 52.61 (C(3)), 44.97, 44.89, 42.45 (C(1)), 37.84, 37.77,
37.70, 37.62 (C(4)), 36.91, 36.66, 35.56 (C(2)), 33.48, 33.38, 33.18 (C(5)), 28.80, 28.49,
28.45 (C(6)), 28.38 (CH3 (Boc)), 18.62, 18.54 (CH3 ), 14.14 (CH3 (Et))
MS (Maldi, m/e): 425 (M+H), 325 (M-Boc)
4.3.4.22
(±
± )-1S,3S,4S-3-[((±
± )-1S,3S,4S-3-Boc-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)amino]-4-methyl-cyclohexancarbonsäure (59b)
Der Ester wird gemäß AAV 4.2.5.3 durch alkalische Verseifung gespalten.
0.26 mmol (0.110 g)
Dimer (58b)
0.6 ml
MeOH
0.66 ml
1 M NaOH
0.3 ml
1 M HCl
Die Substanz wird als Rohprodukt in die weitere Kopplung eingesetzt.
Experimenteller Teil
1
111
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 5.26 (br. d, NH-CO, 1), 4.37 (br. s, NH-Boc, 1,), 3.52 (br. s,
H(3´´), 1), 3.15 (br. s, H(3´), 1), 2.42 (m, H(1´´), 1), 2.21-1.99 (m, H(1´, 2), 3), 1.97-1.69 (m,
H(6´´, 5, 6´), 3), 1.51-1.06 (m, H(2, 4, 5, 6), 8), 1.42 (s, Boc, 9), 0.89 (2×d, CH3 , 6) [65]
4.3.4.23
(±
± )-1S,3S,4S-3-[((±
± )-1S,3S,4S-3-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)-amino]4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (60b)
Die Boc-Schutzgruppe wird mit TFA nach der AAV 4.2.6.2.1 abgespalten.
0.31 mmol (0.132 g)
Dimer (58b)
5 ml
TFA/DCM, 2:1
Die Substanz wird als Rohprodukt in die weitere Kopplung eingesetzt.
1
H-NMR (200 MHz, CDCl3 ): δ = 5.30 (br. d, NH-CO, 1), 4.37 (br. d, NH-Boc, 1), 4.07 (q,
CH2 , 2), 3.50 (br. d, H(3´´), 1), 3.14 (br. d, H(3´), 1), 2.37 (br. t, H(1´´), 1), 2.19-1.99 (m,
H(1´, 2), 3), 1.96 (m, H(6´´, 5, 6´), 4), 1.51-1.02 (m, H(2,4,5,6), 8), 1.21 (t, CH3 , 3), 0.91
(2×d, CH3 , 6) [65]
4.3.4.24
(±
± )-1S,3S,4S-3-({(±
± )-1S,3S,4S-3-[((±
± )-1S,3S,4S-3-Boc-amino-4-methyl-cyclohexancarbonyl)-amino]-4-methyl-cyclohexancarbonyl}-amino)-4-methylcyclohexancarbonsäureethylester (61b)
Die Kopplung mit EDC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
0.1 mmol (0.032 g)
Dimer (60b)
0.1 mmol (0.025 g)
Monomer (57b)
1 ml
DMF
0.1 mmol (0.038 g)
HOBT
0.1 mmol (0.019 g)
EDC
0.05 ml
NMM
Ausbeute:
1
0.029 g (0.05 mmol, 51 %)
H-NMR (600 MHz, CDCl3 ): δ = 5.16 (br. s, NH-CO, 2), 4.32 (br. s, NH-Boc, 1), 4.08 (q,
CH2 , 2), 3.51 (br. s, H(3), 2), 3.15 (br. s, H(3´), 1), 2.40 (m, H(1), 2), 1.42 (s, Boc, 9) [65]
C-NMR (600 MHz, CDCl3 ): δ = 175.00, 174.55, 174.32 (CO), 155.79 (COO (Boc)), 79.10
13
(C(CH3 )3 ), 60.34 (CH2 ), 54.76, 54.52 (C3´), 53.03, 52.93, 52.74, 52.65 (C(3)), 28.42 (CH3
(Boc)), 18.62, 18.31 (CH3 ), 14.14, 14.18 (CH3 (Et))
Die übrigen Signale sind nicht eindeutig zu zuordnen.
Experimenteller Teil
112
MS (FAB, m/e): 586 (M+Na)+, 564 (M+H)+, 464 (M-Boc)+
4.3.4.25
(±
± )-1S,3S,4S-3-{[(±
± )-1S,3S,4S-3-({(±
± )-1S,3S,4S-3-[((±
± )-1S,3S,4S-3-Boc-amino4-methyl-cyclohexancarbonyl)-amino]-4-methyl-cyclohexancarbonyl}amino)-4-methyl-cyclohexancarbonyl]-amino}-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (62b)
Die Kopplung mit EDC wird nach der AAV 4.2.6.2.1 durchgeführt.
0.21 mmol (0.068 g)
Dimer (60b)
0.21 mmol (0.083 g)
Dimer (59b)
2.5 ml
DMF
0.21 mmol (0.080 g)
HOBT
0.21 mmol (0.041 g)
EDC
0.10 ml
NMM
Ausbeute:
1
0.057 g (0.08 mmol, 39 %)
H-NMR (600 MHz, CDCl3 ): δ = 5.55 (m, NH-CO, 3), 4.48 (br. d, NH-Boc, 1), 4.13 (q, CH2 ,
2), 3.55 (m, H(3), 3), 3.20 (br. s, H(3´), 1), 2.42 (t, H(1), 1, J= 12.37 Hz), 1.42 (s, Boc, 9),
1.26 (t, CH3 , 3), 1.00-0.86 (m, 4×CH3 , CH2 , 14) [65]
C-NMR (600 MHz, CDCl3 ): δ = 174.91, 174.45, 174.21 (COO), 155.72 (COO (Boc)), 60.35
13
(CH2 ), 54.76, 54.75 (C3´), 52.98, 52.85 (C(3)), 28.43 (CH3 (Boc)), 18.63, 18.60 (CH3 ), 14.19
(CH3 (Et))
MS (FAB, m/e): 725 (M+Na)+, 703 (M+H)+, 603 (M-Boc)+
Zusammenfassung und Ausblick
5
113
Zusammenfassung und Ausblick
Ziel dieser Arbeit ist es funktionalisierte cyclische Pseudoaminosäuren und deren
Kondensationsprodukte auf Basis von Cyclohexan und Pyrrolidin herzustellen und ihre
Konformationen zu untersuchen.
Im Zuge dessen gelang es α-Aminosäure-Monomere in Form der Methyl- und Benzyletherderivate aus (2S,4R)-4-Hydroxypyrrolidin-2-carbonsäure (1) herzustellen. Eine Etherverbindung aus einem sekundären Alkylhalogenid in Form des Cholesterylchlorides war
jedoch nicht zugänglich. Einerseits ist der sterische Anspruch des gewählten Reagenzes hoch,
andererseits scheint zur Anknüpfung an das Pyrrolidinsystem ein Abstandhalter in Form
zumindest einer Methyleneinheit erforderlich zu sein.
Oligomere aus den Etherderivaten der (2S,4R)-4-Hydroxypyrrolidin-2-carbonsäure werden
nur mit den Methylethern isoliert. Dabei konnte ein Di-, Tri- und Tetramer erhalten werden.
O R
N
Boc
OMe
C
O
Abbildung 5-1
R
n=1
2
3
4
Me
(6)
(8)
(11)
(12)
CH2 Ph
(16)
n
Funktionalisierte Hydroxyprolinderivate und daraus synthetisierte
Oligomere
Trotz definierter Struktur der eingesetzten Monomeren, ist experimentell eine detaillierte
Konformationsanalyse nur begrenzt möglich. Aufgrund der "fixierten" Amidbindung tritt eine
cis-trans-Isomerie auf, die zu sogenannten Rotameren führt, die unter den gegebenen
Bedingungen nicht getrennt werden können. Die chromatographische Trennung der Z-/RRotamere ist wegen der schnellen Gleichgewichtseinstellung praktisch unmöglich. Eventuell
könnte durch Komplexierung mit einem geeigneten Substrat in Lösung eine Konformation
fixiert werden.
Zusammenfassung und Ausblick
114
Theoretische Konformationsanalysen in Form von Kraftfeldrechnung und Monte-CarloMinimierung zeigen, daß eine helikale Struktur der Methoxyderivate energetisch bevorzugt
wird.
Abbildung 5-2
Energieminimum eines 4-Methoxypyrrolidin-Octamers nach einer MCSuche mit 2518.73 kJ/mol
Die Helix entspricht im wesentlichen einer Prolinhelix vom Typ II, wie sie auch als
Strukturbestandteil im Kollagen auftritt. Eine Beeinflussung durch die Methoxyseitenkette ist
dabei jedoch nicht zu beobachten. Größere Substituenten in der Seitenkette sollten durch
Raumerfüllung und Polarität einen größeren Effekt erzielen.
Neben der Synthese verschiedenartiger Monomere ist weiterhin die Suche nach anderen
Kopplungsmediatoren
unersetzlich,
um
auch
elektronisch
oder
sterisch
kritische
Etherderivate, wie sie in dieser Arbeit beschrieben werden, kondensieren zu können.
Abgesehen von der Fähigkeit Oligomere in Form von α-Amiden zu bilden, ist es realisierbar
aus entsprechend funktionalisierten Monomeren der 4-Hydroxypyrrolidin-2-carbonsäure
γ-Amide auf Basis des Pyrrolidins herzustellen. Der heterocyclische Stickstoff wird dabei
amidisch mit verschiedenen Säuren funktionalisiert, so daß Polarität und Raumerfüllung der
Monomere recht unterschiedlich sind.
Zusammenfassung und Ausblick
115
OH
NH Fmoc
OH
H
H
N
H
HO
COOH
R
O
Ok
O
O
Lic
OH
R
Ok
Lic
Pha
Ada
(24a)
(24b)
(24c)
(24d)
OH
O
Pha
Ada
Synthetisierte Monomere (24) zur γ-amidischen Kondensation
Abbildung 5-3
Durch die amidische Funktionalisierung resultieren cis-trans-Rotamere, die chromatographisch bei Raumtemperatur nicht getrennt werden können.
Durch Festphasensynthese sind die Pseudo-Tripeptide (25) und (26) aus zwei Pyrrolidineinheiten und Glycin zugänglich.
OH
H
H
H
C
O
H
N
C
O
H
N
H2 N
C
H2 N
O
N
O
C
C N
C N
O
C N
N
O
N
CH2 COOH
C
H
O
H
H
HO
(25)
Abbildung 5-4
(26)
An fester Phase synthetisierte Pseudo-Tripeptide
H
H
O
CH2 CO OH
Zusammenfassung und Ausblick
116
Die Oligomere (25) und (26) zeigen das Phänomen der cis-trans-Isomerie der Monomeren in
verstärkter Form, und machen eine spektroskopische Strukturanalyse nicht möglich. Die
Ankopplung eines weiteren dritten Pyrrolidinfragmentes gelang aufgrund sterischer
Hinderung nicht.
Die theoretische Konformationsanalyse eines Trimers, bestehend aus drei Pyrrolidineinheiten
mit je einer Acetylgruppe an der Position eins dient als Vergleichssubstanz der Verbindungen
(25) und (26). Nach MM3-Kraftfeldrechnung und MC-Minimierung resultiert eine helikale
Struktur, die durch Wechselwirkungen in Form von Wasserstoffbrückenbindungen stabilisiert
wird.
O C
CH3
N H
N
O C
CH3
N H
CH3
N
O
C O
O
H N
N
CH3
O
C O
H N
CH3
Abbildung 5-5
Energieminimum eines Trimers mit Acetylgruppen an Position eins als
Platzhalter für die verwendeten Reste (86.29 kJ/mol);
MM3-Rechnung nach MC-Minimierung
Dabei werden einerseits zwei der drei Acetylgruppen durch Wasserstoffbrücken zu dem
Amid-"backbone" stabilisiert. Andererseits treten auch innerhalb der Pyrrolidin-Kette
Wasserstoffbrücken auf, die das System zusätzlich fixieren. Neben den bereits oben
skizzierten Wasserstoffbrücken sind auch Strukturen denkbar, in denen analog zu β- oder γturn-Geometrien, die flankierenden Amidbindungen eines Ringes in Wechselwirkung treten
[49] (siehe Kap. 3.1 ).
Zur Bildung von γ-Amiden, die eine rigide Struktureinheit der Monomere besitzen, bietet sich
neben dem Pyrrolidingrundgerüst, auch der Sechsring des Cyclohexans an. Auch hier sind die
Zusammenfassung und Ausblick
117
chiralen Zentren durch eine Methylengruppe getrennt, entsprechende "Aminosäuren" wurden
erstmalig in dieser Arbeit hergestellt.
Aus 4-Methyl-3-nitrobenzoesäure gelang durch katalytische Hydrierung bei 180 °C und
250 bar Wasserstoffdruck die Darstellung des 1,3,4-substituierten Cyclohexansystems (55a) –
(55b).
COOH
COOEt
NO 2
NHBoc
(55)
(a) (±)1S,3S,4R
(b) (±)1S,3S,4S
(c) (±)1S,3R,4R
Abbildung 5-6
Synthetisierte und charakterisierte 3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55)
Aus dem Isomerengemisch von (55) können durch HPLC drei Isomere (a) - (c) getrennt und
spektroskopisch charakterisiert werden. Dabei liefern 2D-Experimente (H,H-COSY, HMQC,
ROESY) nützliche Ergebnisse, so daß die axiale oder equatoriale Lage der Substituenten
bestimmt werden kann. (55a) – (55c) liegen danach in der in Abbildung 5-7 gezeigeten
Konformation vor.
Boc
COOEt
HN
Me
Boc
(55)
COOEt
HN
Boc
(±) (a)
Abbildung 5-7
NH
COOEt
Me
Me
(±) (b)
(±) (c)
Charakterisierte Isomere 3-(Boc-amino)-4-methyl-cyclohexancarbonsäureethylester (55a) – (55c)
Die
Trennung,
der
jeweils
als
Racemat
vorliegenden
3-(Boc-amino)-4-
methylcyclohexancarbonsäureethylester (55) konnte weder durch klassische Salzbildung der
Diastereomere, noch durch enzymatische Esterspaltung gelöst werden. Die weitere
Zusammenfassung und Ausblick
118
Oligomerisierung der racemischen Monomeren (55) führt zu dimeren Diastereomeren 58a
und 58b, die zumindest teilweise zwei Signale im NMR zeigen.
(±)
Boc
NH
(±)
CO NH
COOEt
(58a)
(±)
Boc
NH
(±)
CO NH
COOEt
(58b)
Abbildung 5-8
Synthetisierte Dimere auf Basis der isolierten Cyclohexan-Monomere
(55a) oder (55b)
Weiterhin sind auch Tri- und Tetramere synthetisch zugänglich, wobei mit racemischem
Startmaterial noch komplexere Diastereomerngemische auftreten. Aussagen bezüglich der
Konformation in Form von Wasserstoffbrückenbildung oder helikaler Ausrichtung sind dann
nicht mehr erzielbar, dazu ist es unerläßlich die Synthese enantiomerenrein zu führen. Neben
belastungsfähigen
Hydrierapparaturen
und
Modifikation
der
aromatischen
Ausgangsverbindungen, erscheint auch der Einsatz von chiralen Katalysatoren wichtig, um
einerseits die gesättigten Systeme zu erhalten, und andererseits die Zahl der Isomere schon im
ersten Syntheseschritt einzuschränken. Zusätzlich sind ausgedehnte Studien zur Trennung der
Isomere durch chromatographische Verfahren und Racematspaltungsreagenzien erforderlich.
Diese müssen dem jeweiligen System angepaßt und automatisiert werden.
Die
Experimente
und
Untersuchungen
dieser
Arbeit
zeigen,
daß
cyclische
Pseudoaminosäuren auf Basis von Pyrrolidin und Cyclohexan erfolgreich synthetisiert werden
können. Die Einführung eines weiteren Substituenten, neben Amino- und Säurefunktion,
bietet dabei in Zukunft eine nahezu unerschöpfliche Variationsmöglichkeit. Somit steht ein
Pool kondensationsfähiger Monomerer zur Verfügung, die beispielsweise kombinatorisch an
fester Phase zu oligomeren Amiden verknüpft werden können. Zusätzlich ist es möglich die
sterisch rigiden Fragmenten des Pyrrolidins und Cyclohexans zu Oligomeren auch mit
natürlichen α-Aminosäuren zu kombinieren.
Die synthetisierten Peptidanaloga könnten beispielsweise als Erkennungssubstrat für Enzyme
wirken, oder innerhalb der Wirt-Gast-Chemie Komplexierungen ermöglichen.
Literaturverzeichnis
6
[1]
119
Literaturverzeichnis
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1994, 37, 1233
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4
6
22
17
9
1
20
13
12
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Nummerierung der Ringe
Boc NH
´
CO NH
´´
COOEt
LEBENSLAUF
Z U R
P E R S O N
Maria Wortmann
Roonstraße 19
50674 Köln
Geburtstag: 27.08.1969
Geburtsort: Warendorf (NRW)
Familienstand: ledig, keine Kinder
E-Mail : [email protected]
S C H U L I S C H E
08/1975 - 07/1979
08/1979 - 07/1988
A U S B I L D U N G
Grundschule Milte
Mariengymnasium, Warendorf
Abschluß: Allgemeine Hochschulreife
U N I V E R S I T Ä R E
10/1988 - 09/1990
A U S B I L D U N G
Studium der Chemie
Westfälische WilhelmsUniversität Münster
10/1990 - 10/1995
Studium der Chemie
RuhrUniversität Bochum
11/1995 - 05/1996
Diplomarbeit
Thema
"Peptide aus Aminocyclohexancarbonsäuren"
Abschluß: Diplom Chemikerin
Seit 06/1996
Promotion im Arbeitskreis von Prof. Dr. M. Feigel
Thema
"α- und γ-Peptide aus synthetischen Cyclohexan- und PyrrolidinAminosäuren "
Seit 10/1996
Wirtschaftswissenschaftliches Zusatzstudium für Naturwissenschaftler
FernUniversität Hagen
Bisheriger Abschluß: Zwischenprüfung
Seit 10/1996
Studium der Lehramtspädagogik
RuhrUniversität Bochum
B E R U F S T Ä T I G K E I T
05/1997 - 03/1998
wissenschaftliche Hilfskraft an der RuhrUniversität Bochum
04/1998 - 03/2000
wissenschaftliche Mitarbeiterin an der RuhrUniversität Bochum
04/2000 - 06/2000
wissenschaftliche Hilfskraft an der RuhrUniversität Bochum
Köln 5.Mai 2000