Synthese und Koordinationschemie

Synthese und Koordinationschemie
enantiomerenreiner
Phosphane mit
o-Benzylamin-Substituenten
für die Anwendung
in der asymmetrischen Katalyse.
Dissertation zur Erlangung des Grades
eines Doktors der Naturwissenschaften
von
Stefan Roßenbach
aus Remscheid-Lüttringhausen
1.
2.
Gutachter:
Gutachter:
Eingereicht am:
Mündliche Prüfung am:
Prof. Dr. R. Eujen
Dr. G. Pawelke
08.01.2003
28.03.2003
Diese Arbeit wurde in der Zeit von Februar 1998 bis Januar 2003 im Fach Anorganische
Chemie des Fachbereichs 9, Chemie, der Bergischen Universität Wuppertal angefertigt.
Mein besonderer Dank gilt
Herrn Prof. Dr. Othmar Stelzer †
für das große Interesse, die Unterstützung und den gewährten Freiraum bei der Gestaltung
und der Bearbeitung des Themas.
Den Kollegen des Arbeitskreises danke ich für die gute Zusammenarbeit und das
freundschaftliche Arbeitsklima.
Allen Mitarbeitern der Anorganischen Chemie danke ich für ihre Unterstützung und
Diskussionsbereitschaft. Ein besonderer Dank gilt hierbei Herrn Dr. G. Pawelke für die
engagierte Diskussion des Manuskripts zu dieser Arbeit.
Für das Interesse, die Gastfreundschaft und die finanzielle Unterstützung dieser Arbeit danke
ich der Fa. SYMYX-Technology, Santa Clara CA. (USA).
Für die Unterstützung bei der Synthese der perfluorierten Verbindungen danke ich Herrn Dr.
B. Hoge (Anorganische Chemie, Universität zu Köln).
Für die PHIP-NMR-Untersuchungen danke ich Herrn P. Mashayekhi und Dr. H. Heinrich
(Arbeitsgruppe von Prof. Dr. J. Bargon: Physikalische/Theoretische Chemie, Universität
Bonn).
Für die Aufnahme zahlloser NMR Spektren bedanke ich mich herzlich bei Frau I. Polanz.
Herrn Prof. Dr. D. J. Brauer und Herrn K. Kottsieper danke ich für die Durchführung und
Lösung der Röntgenstrukturanalysen.
Frau E. Smets danke ich für die Aufnahme der Massenspektren.
Herrn J. Dönecke danke ich für die HPLC-Untersuchungen.
Frau K. Behrendt danke ich für die Durchführung der CAS-Online Recherchen.
Abstract:
This thesis describes the synthesis of novel ligands bearing chiral benzylamine moieties for
use in asymmetric catalysis.
The lithiation of 1-dimethylamino-1-phenylethane with tBuLi and subsequent reaction with
aminochlorophosphites leads to the novel enantiopure aminophosphonites (R)-1 and (S)-1 or
the aminophosphinites (R,R)-7 and (S,S)-7. The chiral aminophosphonite (R)-1 reacts with
(R)-2,2´-binaphtol to yield the novel cyclic phosphonite (R,R)-4. Reaction of (R,R)-4 with
[CODRhCl]2 yields the Rh-(I)-COD complexe (R,R)-5. The structure of (R,R)-5 is investigated by 2D-NOE spectroscopy.
The both enantiomeres of o-(1-dimethylaminoethyl)-phenylphosphine (R)-3 and (S)-3 are prepared in high yields by a two step synthesis starting from (R)-1 and (S)-1, respectively. The
subsequent reaction of (R)-3 or (S)-3 with the cyclic sulfate of (S,S)-2,5-hexanediol leads to
two novel diasteromeric P,N-ligands (R,RR)-6 and (S,RR)-6 (DuPHAMIN).
The enantiomers of the novel enantiopure secondary phosphines (R,R)-8 and (S,S)-8 with two
amino-groups are prepared by reduction of the aminophosphinites (R,R)-7 or (S,S)-7. The corresponding C2-symmetrically phosphanides (R,R)-8a and (S,S)-8a are used to prepare a novel
type of enantiopure multidentate hemilabile PnNm-ligands 9, 10, 11 by using different electrophiles as α,ω-dihaloalkanes or diphenylvinylphosphine. The reaction of (R,R)-8a with a
Merrifield resin leads to the chiral hemilabile polymer-supported ligand (R,R)-12.
A formerly unknown fluorinated derivative of the chiral P,N-ligand AMPHOS [o-(1-dimethylaminoethyl)-phenyl)-diphenylphosphine] was prepared and converted to the Rh-(I)-COD
complexe (R)-18 and the PdCl2 complexe (R)-19. The crystal structures of the Rh-(I)-COD
complexe (R)-18 and the nonfluorinated AMPHOS-Rh-(I)-COD complexe (R)-18a were compared. Dynamic processes of (R)-18 and (R)-19 were investigated by low-temperature NMR
spectroscopy.
Hydrophilic chiral pnictogenanes bearing amino acid moieties 29a,b and 30a,b were prepared
in both enantiomeric forms by the reaction of enantiopure α-(2-fluorophenyl)-alanine (S)-21
or (R)-21 with KPPh2 and KAsPh2. The α-(2-fluorophenyl)-alanine 21 has been resolved by
fractional crystallisation using enantiopure (S)- or (R)-prolinol. The absolute configuration of
21 was determined by X-ray structural analysis of the (S)-prolinolium salt (S,R)-24.
The two diastereomeres of DuPHAMIN 6 were used to prepare Rh-(I) and Pd-(II) complexes.
The X-ray structural analysis of the Rh-(I)-COD complexes (R,RR)-31, (S,RR)-31, the η3allyl-Pd-(II) complex (R,RR)-33, and the PdCl2 complex (S,RR)-34 were performed. A detailed comparison of these X-ray-structures and the structural informations obtained by 2DNOE spectroscopy is also described here. Differences of the DuPHAMIN-Rh-(I) diolefine
moiety in the solid-state structures and the solution structures have been found and should be
described as an inversion of the distorted Rh-(I) diolefine chelate. The orientations of the allyl
ligand in the DuPHAMIN-η3-allyl-Pd-(II) complexes (R,RR)-33 and (S,RR)-33 in solution are
determined also by 2D-NOE spectroscopy.
The EXSY spectra of the Rh-(I)-diolefine complexes 31 and 32 and the η3-allyl-Pd-(II) complexes 33 gave a detailed insight in dynamic processes in these complexes. In the case of the
Rh-(I)-COD complexes (R,RR)-31 and (S,RR)-31 the different reactivity of these two diastereomeres towards hydrogen is explained by their EXSY and NOESY spectra.
Complex (R,RR)-32 shows good selectivity as catalyst. Asymmetric hydrogenation of MAC
using (R,RR)-32 yields the (R)-N-acetyl-phenylalanine-methylester in 96 % ee. The DuPHAMIN-Rh-(I)-COD complexe (R,RR)-31 was used for mechanistic investigations of the hydrogenation. The reaction was monitored by NMR-spectroscopy. The detection of substrate-complexes (R,RR)-35b in absence of hydrogen shows the expected manifold of discrete intermediates. PHIP-NMR investigations were used for the selective detection of Rh-hydrido intermediates. The solvent dihydrido complexes (R,RR)-35aH2 and substrate-dihydrido complexes
(R,RR)-35c were detected by using PHIP-NMR spectroscopy.
0
Inhaltsverzeichnis:
0
Inhaltsverzeichnis: ........................................................................................................0
1
Einleitung:......................................................................................................................1
1.1
Katalyse: ..................................................................................................................................... 1
1.2
Heterogene Katalyse: .................................................................................................................. 1
1.3
Homogene Katalyse: ................................................................................................................... 1
1.4
Asymmetrische Katalyse: ........................................................................................................... 2
1.4.1
1.4.2
1.4.3
Chirale Übergangsmetallkatalysatoren:.......................................................................................... 2
C2-Symmetrische Phosphane: ........................................................................................................ 3
Asymmetrische Phosphane („C1-Symmetrische“ Phosphane): ...................................................... 3
1.5
Kombinatorische Katalyseforschung: ......................................................................................... 4
2
Problemstellung und Ziel der Arbeit: .........................................................................5
3
Synthese von enantiomerenreinen P,N-Liganden mit o-PhenylethylaminSubstituenten:................................................................................................................6
3.1
Synthese des chiralen Phosphonigsäurediamids (R)-1 bzw. (S)-1 und des chiralen primären
Phosphans (R)-3 bzw. (S)-3: .................................................................................................. 7
3.2
Synthese eines chiralen 2,2´-Binaphtolphosphonits (R,R)-4 mit o-(1-Dimethylaminoethyl)phenyl-Substituenten: ............................................................................................................ 8
3.3
Synthese des Rhodium-(I)-COD-Komplexes (R,R)-5:.............................................................. 11
3.4
Synthese zweier diastereomerer 2,5-Dimethylphospholane mit chiralem o-(1Dimethylaminoethyl)-phenyl-Substituenten (DuPHAMIN) 6:............................................ 14
4
Synthese von chiralen Phosphanen mit mehreren o-(1-Dimethylaminoethyl)phenyl-Substituenten:.................................................................................................18
4.1
Synthese eines chiralen, sekundären P,N2-Phosphans (R,R)-8 bzw. (S,S)-8:............................ 18
4.2
Synthese von chiralen tertiären Liganden mit P,N2-Gruppierungen (Multidentate Liganden): 20
4.3
Koordinationschemie der multidentaten Liganden (R,R,R,R)-9, (S,S)-11 und des
polymergebundenen Phosphans (R,R)-12:........................................................................... 21
5
Chirale P,N-Liganden mit perfluorierten Substituenten: .......................................25
5.1
Synthese der P,N-Liganden mit perfluorierten Substituenten (R)-16 und (R)-17:.................... 25
5.2
Koordination des AMPHOS (R)-A und des Ar(F)2P-Derivats (R)-17 an Pd-(II) und Rh-(I): ... 28
5.2.1
Festkörperstrukturen der Rhodium-(I)-Komplexe (R)-18 und (R)-18a: ....................................... 29
6
Chirale Aminosäurepnictogenane:............................................................................34
6.1
Synthese der Fluoraminosäure 21: ............................................................................................ 35
6.1.1
6.2
6.2.1
6.2.2
6.2.3
6.3
6.3.1
Röntgenstrukturanalyse des α-(2-Fluorphenyl)-alanins 21*H2O:................................................ 35
Racematspaltung von α-(2-Fluorphenyl)-alanin 21:................................................................. 37
NMR-Spektroskopische Bestimmung der Enantiomerenreinheit der diastereomeren Salze von
21: ................................................................................................................................................ 38
Bestimmung der Enantiomerenreinheit der Aminosäure 21 durch HPLC (BGIT-Verfahren):.... 39
Röntgenstrukturanalyse des Prolinolium-Salzes (R,S)-24*H2O:.................................................. 40
Synthese hydrophiler Triphenylpnictogenane: ......................................................................... 42
Röntgenstrukturanalyse des Aminosäurearsans 29b*2H2O: ........................................................ 44
7
Koordinationsverbindungen des DuPHAMINs: ......................................................46
7.1
Rhodium-(I)- und Palladium-(II)-Komplexen des DuPHAMINs:............................................ 46
7.2
Untersuchung der katalytischen Eigenschaften der Rhodium- und Palladium-Komplexe des
DuPHAMINs: ...................................................................................................................... 53
7.3
NMR-Spektroskopische Untersuchung der diastereomeren DuPHAMIN-Komplexe 31-34: .. 55
7.3.1
7.3.2
7.3.3
NMR-Spektren der DuPHAMIN-Komplexe:............................................................................... 55
Stereochemische Analyse der DuPHAMIN-Komplexe 31-34 durch 2D-NOE-Spektroskopie:... 58
Dynamische Prozesse und Reaktivität der Rhodium-(I)-DuPHAMIN-Komplexe:...................... 63
7.3.4
Isomerisierungsprozesse der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe des DuPHAMINs (S,RR)-33 und
(R,RR)-33: .................................................................................................................................... 65
8
Intermediate der Hydrierung mit Rhodium-DuPHAMIN-Komplexen: ...............69
8.1
NMR-Spektroskopische Untersuchung der Rhodium-DuPHAMIN-Substratkomplexe (R,RR)35b: ...................................................................................................................................... 70
8.2
Detektion von Rhodium-Dihydrid-Intermediaten durch PHIP-NMR-Spektroskopie: ............ 71
8.2.1
8.2.2
Grundlagen der PHIP-NMR-Spektroskopie:................................................................................ 72
Detektion von hydridischen Intermediaten durch PHIP-NMR-Spektroskopie: ........................... 73
9
Zusammenfassung: .....................................................................................................78
10
Tabellen: ......................................................................................................................83
10.1
NMR-Spektroskopische Daten der Verbindungen: ............................................................. 83
10.2
Kristallographische Daten der Verbindungen:................................................................... 114
11
Durchführung der Experimente:.............................................................................117
11.1
Arbeitsmethoden:............................................................................................................... 117
11.2
Synthese von o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenylphosphonigsäure-bisdiethylamid (S)-1 und
(R)-1:.................................................................................................................................. 118
11.3
Synthese von o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenylphosphonigsäure-diethylester (S)-2 und
(R)-2:.................................................................................................................................. 118
11.4
Synthese von o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenylphosphan (S)-3 und (R)-3:..................... 118
11.5
Synthese des Binaphtolphosphonits (R,R)-4:..................................................................... 119
11.6
Synthese des Rhodium-(I)-Komplexes (R,R)-5: ................................................................ 119
11.7
Synthese der zwei Diastereomere des DuPHAMINs (R,RR)-6 und (S,RR)-6: ................. 120
11.8
Synthese des Bis-(o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyl)-phosphinigsäure-diethylamids (R,R)7 und (S,S)-7: ..................................................................................................................... 120
11.9
Synthese des sekundären P,N2-Phosphans (R,R)-8 und (S,S)-8:........................................ 121
11.10
Synthese des (P,N2)2-Phosphans (R,R,R,R)-9 und (S,S,S,S)-9: .......................................... 121
11.11
Synthese des (P,N2)2-Phosphans (S,S,S,S)-10: ................................................................... 122
11.12
Synthese des P,P´,N2-Phosphans (S,S)-11: ........................................................................ 122
11.13
Synthese des polymergebundenen P,N2-Phosphans (R,R)-12: .......................................... 122
11.14
Synthese des polymergebundenen Rhodium-(I)-Komplexes (R,R)-15:............................. 123
11.15
Synthese des Bispentafluorphenylphosphan-Liganden (R)-17: ......................................... 123
11.16
Synthese des Rhodium-(I)-Komplexes (R)-18:.................................................................. 123
11.17
Synthese des Rhodium-(I)-Komplexes von (R)-AMPHOS (R)-18a:................................. 124
11.18
Synthese des Palladiumdichloro-Komplexes (R)-19: ........................................................ 124
11.19
Synthese von 5-(2-Fluorphenyl)-5-methylhydantoin 20: .................................................. 124
11.20
Synthese von α-(2-Fluorphenyl)-alanin 21:....................................................................... 125
11.21
Synthese von α-(2-Fluorphenyl)-alaninmethylester-Hydrochlorid 22: ............................. 125
11.22
Synthese von N-Acetyl-α-(2-fluorphenyl)-alanin 23: ....................................................... 125
11.23
Racematspaltung von (R,S)-24, (S,R)-24 und Freisetzung der enantiomerenreinen
Aminosäure (R)-21 bzw. (S)-21:........................................................................................ 126
11.23.1
11.23.2
11.23.3
Fraktionierte Kristallisation von (R,S)-24, (S,R)-24:.................................................................. 126
Spaltung der Prolinoliumsalze (R,S)-24, (S,R)-24:..................................................................... 126
Hydrolyse der N-Acetyl-Aminosäure (S)-23 bzw. (R)-23: ........................................................ 126
11.24
Synthese der (2-Diphenylarsanyl)-phenylessigsäure 27b: ................................................. 127
11.25
Synthese von (2-Diphenylarsanyl)-benzylamin 28b:......................................................... 127
11.26
Synthese von α-(2-Diphenylarsanyl)-phenylglycin 29b:................................................... 127
11.27
Synthese von α-(2-Diphenylphosphanyl)-phenylalanin (S)-30a und (R)-30a: ................. 128
11.28
Synthese von α-(2-Diphenylarsanyl)-phenylalanin (S)-30b und (R)-30b: ........................ 128
11.29
Synthese der Diolefin-Rhodium-(I)-Komplexe des DuPHAMINs (S,RR)-31, 32 und
(R,RR)-31, 32: .................................................................................................................... 129
11.30
Synthese der η3-Allyl-Palladium-(II)-DuPHAMIN-Komplexe (S,RR)-33 und (R,RR)-33:129
11.31
Synthese der Palladiumdichloro-Komplexe des DuPHAMINs (S,RR)-34 und (R,RR)-34:130
11.32
Durchführung der Hydrierungsreaktionen:........................................................................ 130
11.33
Durchführung der Palladium-katalysierten allylischen Substitution von 1,3Diphenylallylacetat: ........................................................................................................... 131
11.34
NMR-Spektroskopische Untersuchung der DuPHAMIN-Rhodium-(I)-Substratkomplexe
(R,RR)-35b: ........................................................................................................................ 131
11.35
Para-Wasserstoff-Anreicherung:....................................................................................... 132
11.36
Hydrierung unter PASADENA-Bedingungen:.................................................................. 132
12
Liste der Verbindungen: ..........................................................................................133
13
Verzeichnis der verwendeten Abkürzungen: .........................................................137
14
Literaturverzeichnis: ................................................................................................138
1
1
1.1
Einleitung:
Katalyse:
Im Verlauf des letzten Jahrhunderts hat die Bedeutung der Katalyse zugenommen. Ausgehend
vom Einsatz katalysierter Reaktionen bei der Synthese elementarer Rohstoffe wie Ammoniak,
Salpetersäure und Schwefelsäure1,2 wird der Einsatz von Katalysatoren in immer komplizierteren Reaktionen und auch als Teilschritt von Synthesesequenzen3 beschrieben. Die Verwendung von Katalysatoren ist heute sehr vielfältig. Man setzt Katalysatoren zur Steuerung von
regio- und stereoselektiv durchgeführten Reaktionen wie Polymerisationen, Reduktionen und
Oxidationen von prochiralen Doppelbindungen, Cycloadditionen, Isomerisierungen und Substitutionsreaktionen ein. Die Vielfalt dieser Reaktionstypen macht schon deutlich, dass eine
Vielzahl unterschiedlicher Katalysatorsysteme benötigt wird. Man unterscheidet grundlegend
zwischen zwei Typen von Katalysatoren, heterogene und homogene Katalysatoren.
1.2
Heterogene Katalyse:
Die frühen Beispiele der Katalyse beschränken sich weitestgehend auf den Einsatz von heterogenen, als Feststoff eingesetzten Katalysatoren. Beispiele hierfür sind Palladium auf Kohle
bei Hydrierung von Olefinen, elementares Eisen bei der Ammoniaksynthese nach Haber und
Bosch oder Vanadium-(V)-Oxid bei der Oxidation von SO2 zu SO3 zur Synthese von Schwefelsäure. Diese Reaktionen finden auf der Oberfläche, der als Katalysator eingesetzten, Feststoffe statt. Man beobachtet gegebenenfalls auch stereochemische Kontrolle der Reaktionen,
so werden C≡C-Dreifachbindungen mit einem modifizierten Pd-Katalysator (Lindlar-Katalysator) von Wasserstoff selektiv cis zur jeweiligen Doppelbindung hydriert.4 Eine weitere, stereochemisch kontrollierte, heterogen katalysierte Reaktion ist die Polymerisation von Propylen nach Ziegler und Natta. Beim Einsatz von TiCl4/AlEt3 als Katalysator erhält man sehr reines isotaktisches Polypropylen, was auf sterische Wechselwirkungen des Olefins und der
wachsenden Polymerkette mit chiralen Titan-Zentren auf der Katalysatoroberfläche zurückgeführt wird.5
1.3
Homogene Katalyse:
Die in der heterogenen Katalyse eingesetzten Katalysatoren reagieren nur an der Oberfläche.
Es kann somit auch bei sehr feinverteilt eingesetzten Katalysatoren eine beachtliche Menge
des eingesetzten Katalysators nicht in den Prozess eingreifen. Aus diesem Grund wurde versucht die Reaktionen in homogenen Systemen mit gelösten Katalysatoren durchzuführen. Da
die katalytisch aktiven Zentren meist Metallatome bzw. Ionen sind, lag es nahe, Metalle in
Form von löslichen Komplexen einzusetzen. Bei dem Beispiel der Polymerisation nach Ziegler und Natta wurde das heterogene Katalysatorsystem (TiCl4/AlEt3) durch die in organischen
Lösungsmitteln gelösten Dicyclopentadienylzirconiumdichloro-Komplexe mit Erfolg für die
Polymerisation von Olefinen eingesetzt. Durch stereochemische Modifikation der Cyclo-
2
pentadienyl-Liganden ist heute sogar eine gezielte Steuerung der Taktizität der erzeugten Polymere möglich.6 Die Übertragung der Hydrierungsreaktionen in eine homogene Reaktionsführung gelang Wilkinson durch einen Wechsel vom meist in der heterogenen Variante eingesetzten Palladium zum Rhodium in Form des Tristriphenylphosphanrhodium-(I)-chlorids
(Wilkinson-Katalysator).7
1.4
Asymmetrische Katalyse:
Nach der Entdeckung des Wilkinson-Katalysators war es die herausragende Leistung von
Knowles anstelle des Triphenylphosphans enantiomerenreine, chirale Phosphane einzusetzen.
Hierdurch wurde die Umgebung des Metalls chiral modifiziert, so dass die Hydrierungsprodukte enantiomerenrein erhalten wurden. Diese Arbeiten führten zu dem ersten industriell eingesetzten asymmetrisch katalysierten Prozess, der Synthese von l-DOPA unter Verwendung
eines chiralen Rhodium-(I)-Komplexes des (R,R)-DiPAMPs (Abbildung 1).8,9 Bis zum heutigen Tage wurde die Entwicklung der asymmetrischen Hydrierung auch durch Nutzung von
alternativen Reduktionsmitteln, wie Si-H-funktionalen Silanen oder iPropanol, weiter vorangetrieben.10-13 Ebenso sind andere Reaktionen, wie die asymmetrische Hydroformylierung
oder auch verschiedene asymmetrische C-C-Kupplungsreaktionen durch den Einsatz von chiralen Übergangsmetall-Phosphan-Komplexen entwickelt worden.14-16
MeO
P
P
P
PPh2
PPh2
O
Ph2P
O
PPh2
P
OMe
(R,R)-DiPAMP
Abbildung 1:
1.4.1
(S)-BINAP
(R,R)-DIOP
(R,R)-DuPHOS
Ausgewählte chirale Bisphosphane.
Chirale Übergangsmetallkatalysatoren:
Es ist eine Vielzahl von chiralen Liganden für den Einsatz in der asymmetrischen homogenen
Katalyse bekannt (Abbildung 1). Gute Ergebnisse werden mit Liganden erzielt, welche die
räumliche Umgebung des zentralen Metalls stark modifizieren. Ein starker sterischer Einfluss
des Liganden auf die Bindungsstelle des Substrates ist für eine gute asymmetrische Induktion
nützlich. Die Mehrzahl der erfolgreich eingesetzten Liganden enthalten zwei Donoratome.
Hierbei ist die Steuerung der katalytischen Reaktionen oft durch die Bildung eines definierten,
chiralen Chelatrings bedingt.17 Am Beispiel des DIOPs oder des BiNAPs18 (Abbildung 1)
kann gezeigt werden, dass die Bildung eines Komplexes mit einer bevorzugten Konformation
des Chelatrings positiven Einfluss auf die Ergebnisse in der Katalyse zeigt. Andere Systeme,
wie der in den letzten Jahren etablierte Ligand DuPHOS19 (Abbildung 1) und seine Derivate,
zeichnen sich durch eine sterisch anspruchsvolle asymmetrische Gestalt der Substituenten am
Phosphoratom aus.
3
1.4.2
C2-Symmetrische Phosphane:
Für die Hydrierung von polar funktionalisierten Olefinen, wie α-Acetamido-Acrylsäure- oder
Itaconsäurederivaten, haben sich Liganden mit C2-Symmetrie als äußerst selektiv erwiesen.
Die Wirkung dieser Liganden wird durch die Betrachtung nach dem sogenannten Quadrantenmodell anschaulich (Abbildung 2). Man führt die Selektivität der Katalysatoren auf die diastereoselektive Bindung von Substraten an das Übergangsmetall zurück. Die unterschiedliche
Reaktivität der diastereomeren Intermediate (Major und Minor) resultiert aus der unterschiedlichen Raumerfüllung der Quadranten des Koordinationsraumes durch den Liganden. Die
Raumerfüllung eines an ein Übergangsmetall koordinierten C2-symmetrischen Liganden und
dessen Wechselwirkungen mit einem Substrat sind in Abbildung 2 skizziert.
P
P
P
P
Rh
C2
R
Rh
O
O
Rh
R
Abbildung 2:
1.4.3
Skizze zum Raumbedarf eines koordinierten Bisphosphans am Beispiel des (RR,RR)DuPHOS.
oben: schematische Darstellung der Raumerfüllung des DuPHOS in einem Rhodium-Komplex,
unten: schematische Darstellung der diastereomeren Substratkomplexe,
links: Minor (nicht bevorzugt), rechts: Major (bevorzugt).
Asymmetrische Phosphane („C1-Symmetrische“ Phosphane):
Die Verwendung chiraler „C1-symmetrischer“ Liganden ermöglicht eine größere Variationsbreite in der Entwicklung von neuen Katalysatorsystemen. So kann in „C1-symmetrischen“
Katalysatorkomplexen die Raumerfüllung des Liganden in jedem der vier Quadranten des Koordinationsraumes gezielt verändert werden.
N
Fe PPh
2
P(cy-hex)2
O
Fe PPh
2
Ph2P
PPFA
Abbildung 3:
JOSIPHOS
Ausgewählte „C1-symmetrische“ Liganden.20-23
PHOX
N
R
4
Eine weitere Variationsmöglichkeit ist die Verwendung von unterschiedlichen Donoratomen,
wodurch eine zusätzliche elektronische Differenzierung des freien Koordinationsraums möglich wird. Unterschiedlich starke kinetische trans-Effekte (KTE) verschiedenartiger Donoratome verändern selektiv die Reaktivität der Koordinationsstellen eines Übergangsmetallkomplexes. Der Einsatz von P,N-Hybridliganden hat sich vor allem in der asymmetrischen Palladiumkatalysierten allylischen Substitution von Allylacetaten bewährt.24-27 Die Addition des Nukleophils an einen η3-Allyl-Palladium-Komplex eines P,N-Liganden erfolgt bevorzugt an
dem Allyl-C-Atom trans zum Phosphor (Gleichung 1).28-30
Ph
N
N
II
Pd
P
P
Ph
Gleichung 1:
1.5
Ph Nu
Nu
0
Pd
Ph
Addition eines Nukleophils an einen η3-Allyl-Palladium-Komplex eines P,N-Liganden.
Kombinatorische Katalyseforschung:
Auch wenn viele Zusammenhänge in der asymmetrischen Katalyse verstanden sind, gelingt es
nicht die Eigenschaften eines Katalysators ohne empirische Untersuchungen abzuschätzen.
Ebenso ist es nicht möglich für eine bestimmte Reaktion den geeigneten Katalysator oder die
günstigsten Reaktionsbedingungen vorherzusagen. In den letzten Jahren wurde zur Ermittlung
optimaler Bedingungen für eine katalytische Reaktion vermehrt auf die Methoden der kombinatorischen Chemie zurückgegriffen. Durch die Verwendung von „ high-throughput“ -Analytik
wurde es möglich effizient eine große Vielzahl von parallelen Experimenten durchzuführen
und auszuwerten.31,32
5
2
Problemstellung und Ziel der Arbeit:
Im Rahmen dieser Arbeit sollten verschiedene neue chirale P,N-Hybridliganden enantiomerenrein synthetisiert und untersucht werden. Diese neuen Liganden sollen in eine Ligandenbibliothek der Fa. SYMYX Technology, Santa Clara CA. (USA) eingebracht werden und dort
in der kombinatorischen Katalyseforschung genutzt werden.31
Das zentrale Grundgerüst der im Rahmen dieser Arbeit untersuchten Verbindungen ist das
ortho-substituierte Benzylamin, wobei insbesondere zwei Verbindungsklassen berücksichtigt
wurden. Dies sind zum einen Verbindungen, die auf dem preiswerten enantiomerenreinen 1Phenylethylamin (ca. 0.5 *UDPPEDVLHUHQXQG]XPDQGeren enantiomerenreine ortho-substituierte Derivate des Phenylglycins (Abbildung 4).
O
N
N
X
(S)
Abbildung 4:
X
H2N
O
OH
NH2
HO
X
X
(R)
(R)
(S)
Zentrale Bausteine der Verbindungen in dieser Arbeit.
Das 1-Dimethylamino-1-phenylethan kann durch Deprotonierung in ortho-Position in eine
Aryl-Lithium-Verbindung überführt werden, die als Nukleophil durch Reaktion mit Chlorphosphanen zu den ortho-funktionalisierten Derivaten umgesetzt werden können. Von besonderem Interesse war die Synthese chiraler P-Synthone zur Darstellung von Phosphorverbindungen mit ortho-Phenylethylamin-Substituenten und deren gezielte Derivatisierung.
Zur Synthese der Derivate des Phenylglycins sollten enantiomerenreine Fluorphenyl-Aminosäuren synthetisiert werden und diese durch nukleophile aromatische Substitution in Phosphane oder Arsane überführt werden.
Von ausgewählten Liganden war außerdem die Koordinationschemie an Rhodium oder Palladium von Interesse. Diese Komplexe sollten strukturell durch Röntgenstrukturanalyse und
NMR-Spektroskopie im Hinblick auf die Reaktivität und Selektivität der Systeme in der
asymmetrischen Katalyse untersucht werden.
6
3
Synthese von enantiomerenreinen P,N-Liganden mit
o-Phenylethylamin-Substituenten:
Die Reaktion von enantiomerenreinem ortho-lithiiertem 1-Dimethylamino-1-phenylethan mit
Chlorphosphanen stellt einen eleganten Zugang zu chiralen P,N-Hybridliganden dar.33,34 Dieser Weg wurde von Payne35, Yamagishi36-38 und Dem’yanovich39 zur Synthese verschiedener
enantiomerenreiner Phosphane mit 2-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyl-Substituenten beschrieben (Abbildung 5). Der Einsatz von Phosphan A führte in der asymmetrischen Hydrosilylierung zu Produkten mit ~30 % ee und bei asymmetrischen Grignard-Kreuzkupplungsreaktion wurden Selektivitäten von ~40 % ee beobachtet.40-42 Untersuchungen zur asymmetrischen Hydrierung von prochiralen Acrylsäurederivaten mit Rhodium-(I)-Komplexen von
Phosphanen des Typs B mit zwei chiralen Benzylamin-Substituenten führten zu den gewünschten Produkten in 48-92 % ee. Yamagishi führt die erhöhte Selektivität auf diastereoselektive Koordination des Phosphoratoms und einer der beiden Dimethylamino-Gruppen an
das Übergangsmetall zurück (Abbildung 5, unten). Durch die Koordination von B an ein
Rhodium-(I)-NBD Fragment wird ein chirales Phosphoratom gebildet. Das Verhältnis der
durch Koordination von B gebildeten Diastereomere ist 93/7 für R = Phenyl und 75/25 für R
= i-Propyl. Die Bildung des chiralen Phosphoratoms wirkt sich positiv auf die Selektivität des
Systems aus. Weiterhin kann die nicht koordinierte Amino-Gruppe als Anker für das Substratmolekül dienen. Die Selektivität wird durch diese sekundären Wechselwirkungen weiter
verstärkt.43-45
N
N
N
PPh2
P
P R
N
A
3
B
C
Yamagishi
Dem´yanovich
R = Ph, i-Pro p
AMPHOS
Payne
N
N
Rh
Rh
P (S)
R
Abbildung 5:
P (R)
N
R
N
Phosphane mit o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyl-Substituenten.unten: Gleichgewicht der
diastereomeren Rhodium-Komplexe von B.
Die Bildung einer definierten chiralen Umgebung am Phosphoratom ist eine vielversprechende Variation des in Abbildung 5 aufgeführten Verbindungstyps. Es sind nur wenige Me-
7
thoden zur enantioselektiven Synthese von Phosphanen mit chiralem Phosphoratom beschrieben.46-49 Enantiomerenreine Phosphane lassen sich einfacher durch Einführung chiraler
Substituenten am Phosphoratom erhalten. Auf diesem Weg kann man Stereoisomere gezielt
synthetisieren und deren Koordinationschemie sowie die Eigenschaften in der asymmetrischen Katalyse untersuchen. Die Synthese solcher Systeme erfordert ein geeignetes Synthon
mit einem o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyl-Substituenten.
3.1
Synthese des chiralen Phosphonigsäurediamids (R)-1 bzw. (S)-1 und
des chiralen primären Phosphans (R)-3 bzw. (S)-3:
Durch ortho-Lithiierung des enantiomerenreinen 1-Dimethylamino-1-phenylethans mit tBuLi
und anschließender Reaktion der Aryllithiumverbindung mit (Et2N)2PCl konnten jeweils die
beiden Enantiomeren des chiral modifizierten Phosphonigsäurediamids (R)-1 ([α]20D = 33.3°
(c = 1.3 CD2Cl2)) und (S)-1 ([α]20D = –32.6° (c = 1.1, CD2Cl2)) erhalten werden (Gleichung
2). Im 31P{1H}-NMR-Spektrum beider Enantiomere von 1 erscheint jeweils eine Resonanz als
Singulett bei 92.4 ppm.
Die von Payne35 und Yamagishi36 beschriebenen ortho-Lithiierungen von 1-Dimethylamino1-phenylethan mit nBuLi können nicht zu den angegebenen guten Ausbeuten führen, da die
Metallierung von 1-Dimethylamino-1-phenylethan beim Einsatz von nBuLi ohne Zusatz von
TMEDA nur zu 50 % abläuft. Dies ist auf die Bildung einer stabilen gemischten nButyl-ArylLithiumverbindung [Li4nBu2(C6H4CH(Me)NMe2)2] zurückzuführen.50 Diese Verbindung bindet die Hälfte des eingesetzten nBuLi und führt bei der Reaktion mit P-Cl-Verbindungen neben den gewünschten Produkten auch zu nButyl-P-Verbindungen. Wie van Koten50 und Horner33 zeigen konnten, lässt sich die Metallierung von 1-Dimethylamino-1-phenylethan nur mit
der Kombination nBuLi/TMEDA oder mit tBuLi quantitativ durchführen.
N
ClP(NEt2) 2
EtOH
N
Li
N
P(NEt2)2
P(O Et)2
(S)-2
(S)-1
N
H
N
LiAlH4
P(O Et)2
P
H
(S)-2
N
N
P
3a
P
+
PH2
+
N
3b
n
(S)-3
1.) K/THF
2.) MeOH
Gleichung 2:
Synthese des chiralen Phosphonigsäurediamids (S)-1 und des chiralen primären
Phosphans (S)-3.
8
Durch Ethanolyse von (S)-1 bzw. (R)-1 wird der Phosphonigsäurediethylester (S)-2 ([α]20D =
–44.1° (c = 1.0, CH2Cl2)) bzw. (R)-2 ([α]20D = 44.0° (c = 1.1, CH2Cl2)) in einer quantitativen
Reaktion erhalten (δP = 150.6 ppm). Die Reduktion von (S)-2 bzw. (R)-2 mit LiAlH4 führt zu
dem entsprechenden primären Phosphan (S)-3 ([α]20D = 73.3° (c = 1.1, CH2Cl2)) oder (R)-3
([α]20D = –74.4° (c = 1.1, CH2Cl2)) (Gleichung 2). Die bei dieser Reaktion in größerem
Umfang gebildeten Polyphosphane 3a,b (30-60 %) können leicht durch reduktive Spaltung
der P-P-Bindungen mit Kalium und anschließender Hydrolyse in das primäre Phosphan (R)-3
oder (S)-3 überführt werden, so dass eine Ausbeute von 75 % erreicht wird. Das o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenylphosphan (S)-3 bzw. (R)-3 wird im 31P-NMR-Spektrum als Triplett
bei δP = –122.0 ppm detektiert. Im 1H-NMR-Spektrum erscheinen die Signale der diastereotopen PH2-Protonen als AB-Teil eines ABX-Spinsystems (H = A, B; P = X; δ = 3.88(A),
3.98(B) ppm; JAB = 10.8 Hz, JAX = 201.3 Hz, JBX = 198.8 Hz).
Sowohl das Phosphonigsäurediamid (S)-1 bzw. (R)-1 als auch das primäre Phosphan (S)-3
bzw. (R)-3 stellen geeignete Ausgangsverbindungen zur Synthese weiterer chiraler Liganden
dar. Phosphor-(III)-Amide lassen sich durch Alkoholyse in die entsprechenden Phosphor(III)-Ester überführen. P-H-funktionelle Phosphane können vor allem in Form der korrespondierenden Alkalimetallphosphanide in nukleophilen Substitutionsreaktionen genutzt werden.
3.2
Synthese eines chiralen 2,2´-Binaphtolphosphonits (R,R)-4 mit
o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyl-Substituenten:
Phosphor-(III)-Ester des 2,2´-Binaphtols haben sich in der enantioselektiven Katalyse in vielen Beispielen bewährt. Trotz einer im Vergleich zu Phosphanen geringeren σ-Donorstärke
sind Phosphorig- und Phosphonigsäureester gute Liganden in Komplexen der späten Übergangsmetalle, da relativ tiefliegende σ*-Molekülorbitale dieser P-Liganden in Übergangsmetallkomplexen stärkere π(d-σ*)-Rückbindungen zulassen.51-57
Ausgehend von dem hier vorgestellten chiralen Phosphonigsäurediamid 1 sollte es möglich
sein interessante diastereomere 2,2´-Binaphtolphosphonite zu synthetisieren. Die Umsetzung
von (R)-1 mit (R)-2,2´-Binaphtol in Toluol bei 80 °C führte zu dem gewünschten Produkt
(R,R)-4 (Gleichung 3). Bei Versuchen zur Darstellung des anderen Diastereomeren (S,R)-4
durch Reaktion von (R)-1 mit (S)-2,2´-Binaphtol wurde ein unlöslicher farbloser Feststoff
erhalten. Es ist anzunehmen, dass sich ein polymerer Ester der aminsubstituierten Phenylphosphonigsäure gebildet hat. Wiederholung der Reaktion in verschiedenen Lösungsmitteln
oder bei stärkerer Verdünnung führten zum gleichen Ergebnis. Auch mehrtägiges Erhitzen der
Suspension in Toluol bei 120 °C ergab nicht den entropisch begünstigten monomeren Ester.
Hinweise auf die intermediäre Bildung von Oligomeren konnten auch bei der Synthese von
(R,R)-4 erhalten werden. Nach Zugabe von (R)-1 zu (R)-2,2´-Binaphtol wurden im 31P{1H}NMR-Spektrum (Abbildung 6) sechs Signale im Bereich von 117-124 ppm beobachtet, was
nicht nur durch die Bildung der zwei Diastereomeren des Phosphonigsäuremonoamids
(RN,R/SP,RBNOH)-4a mit einfach P-substituierten 2,2´-Binaphtoleinheiten zu erklären ist
(Gleichung 3). Die Beobachtung der weiteren vier 31P-NMR-Resonanzen lässt sich durch
9
intermediäre Bildung von zweifach P-substituierten 2,2´-Binaphtol erklären. Man erhält jedoch nach zweistündigem Erhitzen der Reaktionslösung auf 80 °C den (R)-Binaphtolphosphonigsäureester (R,R)-4 nahezu quantitativ. Im 31P{1H}-NMR-Spektrum (Abbildung 6) beobachtet man für (R,R)-4 nun eine Resonanz bei δP = 150.2 ppm ([α]20D = –19.8° (c = 1.0,
CH2Cl2)).
N
N
P(NEt2)2
+
H
HO
HO
P
O
O
N
NEt2
-HNEt2
∆
P
O
-HNEt2
(R)
(R)-1
(RN,R/SP,RBNOH)-4a
Gleichung 3:
O
(R,R)-4
Synthese des 2,2´-Binaphtolphosphonits (R,R)-4.
2h/80°C
1h/80°C
5 min/20°C
155
Abbildung 6:
150
145
140
135
(ppm)
130
125
120
115
161.98 MHz 31P{1H}-NMR-Spektroskopische Verfolgung der Bildung von (R,R)-4.
Das 13C{1H}-NMR-Spektrum von (R,R)-4 zeigt 29 Resonanzen, die zum Teil durch nJPCKopplungen (n = 1-4) zu Dubletts aufgespalten sind. Anhand der 1H-, 13C{1H}-, 13C{1H}DEPT-135-, HH-COSY-, HC-HMQC- und HC-HMBC-Spektren konnten die vier 1H- und
sechs 13C-NMR-Resonanzen der Phenylen-Einheit (C(A)-C(F)) eindeutig identifiziert und zugeordnet werden (Tabelle 1). Durch Vergleich der Kopplungskonstanten 2JPC der C-Atome
C(E) und C(A) kann die Orientierung der 2,2´-Binaphtolphosphonyl-Einheit ermittelt werden.
Die Kopplungskonstante 2JPC(E) ist mit 19.3 Hz deutlich größer als die Kopplungskonstante
2
JPC(A) mit 3.3 Hz. Die Größe von Kopplungskonstanten nJPX hängt stark von der Stellung der
Substituenten zum freien Elektronenpaar des Phosphoratoms ab. Stehen Gruppierungen in die
Richtung des freien Elektronenpaares am Phosphor, so beobachtet man größere Aufspaltung
der zugehörigen 13C-NMR- und 1H-NMR-Signale durch Kopplungen mit dem Phosphoratom
als bei einer vom freien Elektronenpaar des Phosphoratoms abgewandten Stellung. Dies kann
10
auf schwache, bindende Wechselwirkungen des freien Elektronenpaars mit den cis-ständigen
Gruppen zurückgeführt werden.58,59 Im (R,R)-4 ist das Phosphoratom mit seinem freien Elektronenpaar in Richtung der 1-Dimethylaminoethyl-Gruppe orientiert.
Für die 2,2´-Binaphtoleinheit gelang die Zuordnung der 13C-NMR-Resonanzen nur teilweise,
da die 1H-NMR-Signale der diastereotopen Naphtylgruppen stark überlappen und somit wenige eindeutige Bezugspunkte für eine Analyse der HC-Korrelationsspektren (HMQC und
HMBC) zur Verfügung stehen.
Tabelle 1:
Ausgewählte 13C{1H}-NMR-Daten von (R,R)-4.
C(12)
C(2)
C(E)
C(F)
C(A)
C(B)
C(C)
C(D)
C(a)
C(c)
C(b)
δ13C
[ppm]
n
JPC
[Hz]
n
152.74
150.54
147.74
139.24
131.26
126.80
126.30
124.36
58.21
38.41
7.87
1.8
13.5
19.3
48.3
3.3
2.0
7.9
5.1
3.1
2
2
2
1
2
c
b a
c
N
2
P O
E F
O 12
D
A
C B
3
5
3
4
Im 13C{1H}-NMR-Spektrum von (R,R)-4 erscheinen die Resonanzen der phenolischen C-Atome bei δC = 150.54 und 152.74 ppm. Durch Vergleich der Kopplungskonstanten 2JPC für die
phenolischen C-Atome C(2) und C(12) gelingt es die beiden Naphtyleinheiten zu unterscheiden. Die Kopplungskonstanten 2JPC sind mit 1.8 Hz für C(12) und 13.5 Hz für C(2) deutlich verschieden. Die Naphtylgruppe (C1-C10) ist demzufolge cis und die Naphtylgruppe
(C11-C20) trans zum freien Elektronenpaar am Phosphoratom orientiert.
Bemerkenswert ist die mit 5.1 Hz sehr große Kopplungsaufspaltung (5JPC) des 13C-NMR-Signals der N-Methyl-Gruppen C(c). Durch Messung der Spektren bei verschiedenen Magnetfeldstärken konnte diese Aufspaltung eindeutig als Kopplung identifiziert werden. In den anderen hier vorgestellten o-P-Derivaten des 1-Dimethylamino-1-phenylethan wurden keine
derartigen Kopplungen zwischen dem Phosphoratom und den C-Atomen der NMe2-Gruppe
beobachtet. Ob die überraschend große Kopplungsaufspaltung dieser 13C-NMR-Signale auf
bindenden Wechselwirkungen des Stickstoffatoms zum Phosphoratom zurückzuführen ist,
kann anhand der NMR-Spektren von (R,R)-4 nicht eindeutig geklärt werden. In ähnlichen
Systemen wurden solche N-P-Wechselwirkungen aufgrund von 1H-NMR-Untersuchungen
und durch Röntgenstrukturanalysen nachgewiesen, die entsprechenden 13C-NMR-Daten wurden nicht publiziert.60,61
3.3
Synthese des Rhodium-(I)-COD-Komplexes (R,R)-5:
Die Reaktion des Phosphonigsäureesters (R,R)-4 mit [CODRhCl]2 in Aceton führt nach Zugabe von KPF6 zu dem P,N-Chelatkomplex (R,R)-5 (Gleichung 4). Die Koordination des Ligan-
11
den lässt sich durch Veränderung der spektralen Parameter im 31P{1H}-NMR- und im 1HNMR-Spektrum belegen. Im 31P{1H}-NMR-Spektrum von (R,R)-5 beobachtet man ein im
Vergleich zum Signal des freien Liganden (R,R)-4 geringfügig zu tieferem Feld verschobenes
Dublett bei δP = 156.36 ppm (∆δP = 6.18 ppm; 1JRhP = 239.8 Hz). Im 1H-NMR-Spektrum
werden die diastereotopen an das Stickstoffatom gebundenen Methyl-Gruppen als zwei Singuletts detektiert, da die Inversion des Stickstoffatoms durch die Koordination an das Übergangsmetall verhindert wird.
N
Cl
Rh
Rh
Cl
O
P
O
+ KPF6
N
Rh
PF6
P
OO
- KCl
(R,R)-4
Gleichung 4:
(R,R)-5
Synthese des Rhodium-(I)-Komplexes (R,R)-5.
Ein weiterer Beleg für die Koordination des Stickstoffatoms ist die Kopplungsaufspaltung
3
JPC = 2.8 HZ der bezüglich des Chelatrings axial-ständigen N-Methyl-Gruppe Me(c ax). Eine
derartige Kopplung zu der axialen N-Methyl-Gruppe wird in vergleichbaren Palladium-(II)Phosphankomplexen ebenfalls beobachtet, wodurch eine Kopplung zum Rhodiumatom ausgeschlossen werden kann (Kapitel: 7.3.1).62 Die Zuordnung dieser Resonanz zu der axialen NMethyl-Gruppe gelingt durch Analyse der HH-NOESY-Spektren dieses Komplexes. Das korrespondierende 1H-NMR-Signal wurde anhand des HC-HMQC-Spektrums ermittelt. Für das
1-Dimethylaminoethyl-Fragment beobachtet man ein für o-(1-Dimethylaminoethyl)-phosphanylbenzol-Komplexe typisches Muster der NOESY-Kreuzsignale (Abbildung 7).63 Die benzylische Methy-Gruppe steht in Komplex (R,R)-5 axial. Aufgrund der axialen Orientierung der
benzylischen Methyl-Gruppe Me(b) beobachtet man einen starken NOE (a) zwischen Me(b)
und der equatorialen N-Methyl-Gruppe Me(c eq). Die Methyl-Gruppe Me(b) zeigt in Übereinstimmung mit der 1,2-diaxialen Anordnung keinen NOE zu der anderen N-Methyl-Gruppe
Me(c ax). Weiterhin sind zwei NOE´s (b) zwischen dem benzylischen Proton H(a) und beiden
N-Methyl-Gruppen sowie ein starker NOE (c) zwischen H(a) und dem ortho-ständigen aromatischen Proton H(D) zu erkennen.63
12
Me(c eq)
Me(c ax)
H(D)
Me(b)
H(a)
H(olef)
(p p m )
Me(c ax)
Me(b)
2 .0
f
Me(c eq)
d
e
a
2 .4
2 .8
a
b
H(a)
3 .2
3 .6
f
c
b
4 .0
8 .0
(p p m )
7 .0
6 .0
b
Me(c ax)
C
D
B A
b
P
F
E
H(a)
5 .0
N
M
3 .0
2 .0
P
P
M
N
H
Me(c eq)
4 .0
M
N
Me
c
Me
Me(b)
H
a
Abbildung 7: oben: Ausschnitt aus dem 400.13 MHz HH-NOESY-Spektrum von (R,R)-5 (CD2Cl2, 298 K,
tmix = 1 sec.), Kennzeichnung der relevanten Kreuzsignale: a) Me(b)↔Me(c eq), b) H(a)↔
Me(c eq) + Me(c ax), c) H(D)↔H(a), d) H(Binaphtol)↔CH2(COD), e) Me(c)↔H (olef.), f)
H(a)↔Me(b)
unten: Skizzen zur Interpretation der NOE´s
Die axiale Stellung der benzylischen Methyl-Gruppe Me(b) verringert die sterischen Wechselwirkungen zum Phenylenrückgrat und verhindert eine ungünstigere 1,2-diequatoriale Anordnung zu einer der stickstoffgebundenen Methyl-Gruppen. Die axiale Orientierung der benzylischen Methy-Gruppe Me(b) steuert die Anordnung der coplanaren Atome P, C(F), C(E)
und C(a) relativ zur Ebene N-Rh-P. Daraus resultiert bei R-Konfiguration am benzylischen CAtom δ-Konformation des P,N-Chelatrings. Diese Konformation wird auch in den Festkörperstrukturen vergleichbarer Komplexe mit R-Konfiguration am benzylischen C-Atom beobachtet. Die benzylische Methyl-Gruppe steht dort ebenfalls axial bezüglich der P,N-Chelatringe.63-68 In Abbildung 8 ist der Einfluss der Stellung der benzylischen Methy-Gruppe auf die
Chelatringkonformation dargestellt.
Me
H
P
M
P
N
M
N
Me
δ-(R)
λ-(R)
H
Abbildung 8:
Schema zur Ermittlung der P,N-Chelatringkonformation von Komplexen mit (R)-o-(1Dimethylaminoethyl)-phenylphosphan-Liganden. links: axiale Stellung der benzylischen
Methy-Gruppe δ-(R), rechts: equatoriale Stellung der benzylischen Methy-Gruppe λ-(R).
13
Die NOESY-Signale (d) und (e) sind auf Wechselwirkungen zwischen den beiden Liganden
(R,R)-4 und COD zurückzuführen. Diese Signale können wegen Signalüberlappungen nicht
zweifelsfrei bestimmten Struktureigenschaften des Komplexes zugeschrieben werden.
Im 13C{1H}-NMR-Spektrum von (R,R)-5 detektiert man wie erwartet 38 Resonanzen, die teilweise durch Kopplungen mit dem Phosphoratom zu Dubletts aufgespalten sind. Bei den 13CNMR-Signalen von C-Atomen in der Nähe des Rhodiums, wie den olefinischen C-Atomen
und dem an das Phosphoratom gebundenen C-Atom C(F) beobachtet man noch weitere Aufspaltungen durch Kopplungen mit dem Rhodiumatom (Tabelle 2).
Tabelle 2:
Ausgewählte 13C{1H}-NMR-Daten von (R,R)-5:
δ13C
[ppm]
C(2)
C(12)
C(E)
C(C)
C(D)
C(F)
C(α)
C(α)
C(β)
C(a)
C(β)
C(c eq)
C(c ax)
C(b)
148.93
148.72
145.64
131.79
128.95
126.76
116.13
112.25
83.56
73.63
72.89
52.75
51.46
25.57
n
JPC
[Hz]
13.6
7.1
26.2
38.8
5.8
5.2
0.9
7.1
1.4
2.8 5.1 -
n
JRhC
[Hz]
1.1
3.4
9.6
12.3
11.9
11.3
-
b
c
a N
c
α
D E
Rh
C
F P
β
B A
OO
2
12
Die Kopplungskonstanten 2JPC zeigen, wie erwartet, deutlich verschiedene Werte für die zum
Phosphoratom cis (0.9, 1.4 Hz) und trans (5.2, 5.8 Hz) koordinierten olefinischen C-Atome.
Wie in den 13C{1H}-NMR-Spektren des freien Liganden unterscheiden sich die Kopplungsaufspaltungen der phenolischen C-Atome C(2) und C(12) deutlich. So beobachtet man für das
Kohlenstoffatom C(2) einen deutlich größeren Wert für die Kopplungskonstante 2JPC als für
C(12). Analog zu den 2JPC-Kopplungen im freien Liganden (R,R)-4 hängt die 2JPC-Kopplung
hier von der Stellung der Naphtyleinheiten zur Rh-P-Bindung ab.58,59
14
3.4
Synthese zweier diastereomerer 2,5-Dimethylphospholane mit
chiralem o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyl-Substituenten
(DuPHAMIN) 6:
Zur gezielten chiralen Modifizierung des enantiomerenreinen primären Phosphans (S)-3 bzw.
(R)-3 bietet sich die Umsetzung mit dem cyclischen Schwefelsäureester des (S,S)-2,5-Hexandiols (S,S)-D in der von Burk beschriebenen Weise an.19,69-72 Enantiomerenreines (S,S)-2,5Hexandiol ist eine kommerziell erhältliche Verbindung. Die Reaktion mit Thionylchlorid und
anschließende katalytische Oxidation mit RuCl3/NaIO4 ergibt den cyclischen Schwefelsäureester (S,S)-D.73 Die Deprotonierung des primären Phosphans (R)-3 bzw. (S)-3 mit nBuLi und
anschließende Reaktion mit (S,S)-D führt unter Inversion der absoluten Konfiguration am
Kohlenstoffatom zu den sekundären Phosphanen (S,RS)-6a bzw. (R,RS)-6a. Die Zugabe eines
weiteren Equivalents nBuLi ergibt nach Ringschlussreaktion die 2,5-Dimethylphospholanderivate mit zusätzlicher Amingruppierung (R,RR)-6 bzw. (S,RR)-6 (Gleichung 5). Beide Diastereomere werden jeweils enantiomerenrein in Ausbeuten von 82 % für (R,RR)-6 ([α]20D =
57.5° (c = 1.1, CH2Cl2)) bzw. 68 % für (S,RR)-6 ([α]20D = –158.7° (c = 1.5, CH2Cl2)) als farblose Flüssigkeiten (Sdp.: 100 °C, 0.001 mbar) erhalten.
O
O2
S
O
N
OSO3Li
N
PH2
N
H
(S,S)-D
P
P
nBuLi
nBuLi
(S)-3
(S,RS)-6a
O
N
O2
S
O
N
PH2
(S,S)-D
(S,RR)-6
OSO3Li
N
H
P
P
nBuLi
nBuLi
(R)-3
Gleichung 5:
(R,RS)-6a
(R,RR)-6
Synthese der zwei Diastereomeren des DuPHAMINs, (S,RR)-6 und (R,RR)-6.
Die zwei Diastereomeren des DuPHAMINs 6 zeigen in den 31P-NMR-Spektren je ein Singulett bei δP = –7.1 ppm (R,RR)-6 bzw. δP = –4.5 ppm (S,RR)-6. In den 13C{1H}-NMR-Spektren
konnten jeweils die erwarteten 15 Signale detektiert werden, welche zum Teil durch nJPCKopplungen (n = 1-4) zu Dubletts aufgespalten sind. Durch Einsatz von 13C{1H}-DEPT-135-,
HH-COSY-, HC-HMQC- und HC-HMBC-Spektren wurden sämtliche Protonen und C-Atome den NMR-Resonanzen zugeordnet. Durch genauere Betrachtung der Kopplungskonstanten
n
JPH und nJPC konnten die Orientierungen der Phospholan-Gruppierungen zum Phenylen-
15
rückgrat und jeweils die Stellung der an das Phospholan gebundenen Methyl-Gruppen Me(1)
und Me(6) ermittelt werden (Kapitel: 3.2).58,59
Das 2,5-Dimethylphospholan-Fragment ist jeweils mit dem freien Elektronenpaar des Phosphoratoms in die Richtung der (1-Dimethylaminoethyl)-Gruppe orientiert. Dies wird durch
den Vergleich der Kopplungskonstanten 2JPC für die zum Phosphoratom ortho-ständigen CAtome C(A) und C(E) deutlich (Tabelle 3). In den 13C{1H}-NMR-Spektren der beiden Diastereomeren sind die Signale von C(E) mit 21.9 bzw. 22.4 Hz deutlich stärker aufgespalten als
die Signale der C-Atome C(A) mit jeweils 5.1 Hz.
13
C{1H}-NMR-Daten ausgewählter C-Atome von (S,RR)-6 und (R,RR)-6.
Tabelle 3:
(S,RR)-6
δ C
[ppm]
13
(R,RR)-6
n
JPC n
[Hz]
δ13C
[ppm]
n
JPC n
[Hz]
B
C(E)
C(F)
C(D)
C(B)
C(A)
C(C)
C(a)
C(c)
C(b)
152.48
136.31
133.63
128.74
126.60
126.13
61.86
42.38
17.03
21.9
31.0
3.6
1.0
5.1
24.4
-
2
1
3
3
2
3
152.93
135.92
133.27
129.03
127.53
126.07
61.11
43.48
16.44
22.4
31.0
3.1
5.1
26.5
1.5
2
1
3
3
2
H(3ax)
A
CH3(1)
F
H(3eq)
H(5)
H(4eq)
P
C
D
c
E
a N
c´
b
H(4ax) H(2)
3
CH3(6)
4
Durch Vergleich der Kopplungskonstanten 3JPH und 2JPC kann die stereochemische Anordnung der Methyl-Substituenten Me(1) und Me(6) am Phospholanring eindeutig festgelegt
werden. Die Signale der zum freien Elektronenpaar des Phosphoratoms cis-ständigen MethylGruppen Me(6) zeigen in den 1H-NMR-Spektren und in den 13C{1H}-NMR-Spektren deutlich
stärkere Aufspaltungen durch Kopplungen zum Phosphoratom (Tabelle 4).
1
H-NMR- und 13C{1H}-NMR-Daten der Methyl-Substituenten der 2,5-Dimethylphospholan-Gruppe von (S,RR)-6 und (R,RR)-6.
Tabelle 4:
Me(1)
δ1H
[ppm]
(S,RR)-6
(R,RR)-6
0.84
0.80
3
JPH
[Hz]
δ13C
[ppm]
2
JPC
[Hz]
Me(6)
δ1H
[ppm]
9.1
9.3
17.05
16.44
1.5
1.5
1.27
1.28
3
JPH
[Hz]
δ13C
[ppm]
2
18.6
18.7
21.00
21.00
37.1
36.1
JPC
[Hz]
Um weitere Informationen aus den 1H-NMR-Spektren der beiden Diastereomeren des DuPHAMINs 6 zu erhalten, wurden die 1H-NMR-Subspektren der 2,5-DimethylphospholanGruppen detailliert ausgewertet. Die Signalzuordnung der 1H-NMR-Signale der PhospholanEinheiten wurden anhand der HH-COSY-Spektren unter Nutzung der stereochemisch eindeutig identifizierten Resonanzen der Methyl-Gruppen Me(1) und Me(6) als Bezugspunkte getroffen. Unter Verwendung der zu erwartenden Kopplungskonstanten von –11 bis –13 Hz für
die geminalen Kopplungen (2JHH) und 3 bis 11 Hz für vicinale Kopplungen (3JHH) wurde das
Spektrum des 2,5-Dimethylphospholan-Substituenten von (R,RR)-6 simuliert. Nach Zuordnung der spektral aufgelösten Linien des experimentellen NMR-Spektrums wurden die Para-
meter δ,
2,3
n
JHH und JPH
16
iteriert und das Spektrum mit den erhaltenen Daten erneut simu-
74
liert. Die Analyse des Spinsystems der 2,5-Dimethylphospholan-Gruppe von (S,RR)-6 wurde ausgehend von den für (R,RR)-6 erhaltenen Daten nach der gleichen Vorgehensweise
durchgeführt. Die Ergebnisse der Iterationen sind in, Tabelle 5, Tabelle 6 und Abbildung 9
dargestellt.
H(c)
*
H(b)
*
H(6)
H(1)
(R,RR)-6
H(5ax)
H(2ax)
H(4eq)
H(3eq)
H(4ax)
H(3ax)
1.00
2.00
*
H (b )
H (c )
ppm
*
H (6 )
H (1 )
(S ,R R )-6
H (5 a x ) H (2 a x )
H (4 e q )H (3 e q )
2.00
Abbildung 9:
H (3 a x ) H (4 a x )
1.00
ppm
Experimentelles (positive Signale) und simuliertes (negative Signale) 400.13 MHz 1HNMR-Spektrum (C6D6, 298 K) der 2,5-Dimethylphospholan-Gruppe von (R,RR)-6 (oben)
und (S,RR)-6 (unten).
* Signale der CH(CH3)N(CH3)2-Gruppe.
Die ermittelten 1H-NMR-Daten erlauben eine Konformationsanalyse des Phospholans und die
Zuordnung der Protonenresonanzen zu den axialen und equatorialen Wasserstoffatomen des
17
fünfgliedrigen Ringes. Die Methyl-Gruppen Me(1) und Me(6) sind in beiden Diastereomeren
des DuPHAMINs 6 in equatorialer Position gebunden. In dieser Konformation des 2,5-disubstituierten Phospholanrings stehen nur zwei Protonen H(3eq) und H(4eq) in 1,2-diequatorialer
Stellung. Daher ist jeweils nur eine vicinale Kopplung (3JHH) mit der charakteristischen
Größe (3.39 bzw. 2.63 Hz) zu beobachten. Alle weitere Kopplungskonstanten (3JHH) zeigen
deutlich größere Werte von 5.5-7.5 Hz für equatorial-axiale- und 9-12 Hz für axial-axialeKopplungen. Die Kopplungskonstanten 2JPH zeigen erwartungsgemäß für das cis zum freien
Elektronenpaar des Phosphoratoms orientierte Proton H(2) einen deutlich größeren Wert von
2
JPH(2) im Vergleich zu 2JPH(5).
Weitere Untersuchungen zur Koordinationschemie und dem Verhalten beider Diastereomeren
des DuPHAMINs in deren Übergangsmetallkomplexen werden in Kapitel 7 behandelt.
Tabelle 5:
i
δ1H
[ppm]
H(1)
H(2ax)
H(3eq)
H(3ax)
H(4eq)
H(4ax)
H(5ax)
H(6)
P
0.80
2.23
1.88
1.53
2.08
1.26
2.52
1.28
-
Tabelle 6:
i
δ1H
[ppm]
H(1)
H(2ax)
H(3eq)
H(3ax)
H(4eq)
H(4ax)
H(5ax)
H(6)
P
0.84
2.34
1.92
1.53
2.07
1.30
2.49
1.27
-
1
H-NMR-Daten des 2,5-Dimethylphospholanrings von (R,RR)-6.
J(H(1),i) J(H(2ax),i) J(H(3eq),i) J(H(3ax),i) J(H(4eq),i) J(H(4ax),i) J(H(5ax),i) J(H(6),i)
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
6.87
9.37
6.51
10.43
23.33
-12.70
2.63
6.22
8.91
5.96
11.62
4.66
-13.12
7.29
14.99
9.84
2.90
7.20
5.87
18.73
1
H-NMR-Daten des 2,5-Dimethylphospholanrings von (S,RR)-6.
J(H(1),i) J(H(2ax),i) J(H(3eq),i) J(H(3ax),i) J(H(4eq),i) J(H(4ax),i) J(H(5ax),i) J(H(6),i)
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
6.97
9.09
6.72
9.65
23.46
-12.62
3.39
5.95
8.67
5.70
11.20
5.61
-12.98
7.29
14.71
9.45
3.34
7.23
5.30
18.54
18
4
Synthese von chiralen Phosphanen mit mehreren o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyl-Substituenten:
Hemilabile, chirale P,N-Liganden gelten in der asymmetrischen Katalyse als erfolgversprechende Katalysatorkomponenten und werden dementsprechend strukturell vielfältig synthetisiert und auf ihre Eigenschaften hin untersucht.75 Die schon in Kapitel 3 vorgestellten P,N2Liganden B (Abbildung 10) mit zwei chiralen Benzylamin-Substituenten sind ein Beispiel für
diesen Typ von Katalysatorliganden. Von Zhang und Braunstein werden ähnliche P,N2-Liganden mit chiral modifizierten Oxazolin-Gruppen als Stickstoff-Donoren beschrieben (E, F,
Abbildung 10). Ferner wurden P- und C-chirale Phosphane des Typs G und H mit insgesamt
vier Donoratomen veröffentlicht. Die Synthese eines chiralen sekundären Phosphans mit zwei
zusätzlichen N-Donoratomen eröffnet einen neuen Zugang zu analogen Systemen. Sekundäre
Phosphane lassen sich in die entsprechenden Alkalimetallphosphanide überführen, die geeignete Synthone zur Synthese von tertiären Phosphanen darstellen.
Ph
N
O
P
P
O
O
R
B
N
N
N
N
E
O
Ph
O
N
F
Zhang
R= i-Pr, Ph
Yamagishi
P
O
Braunstein
O
N
R
N
P
CH2CH2
P
P
CH2CH2
P
N
N
R
G
Horner
O
H
Gomez
Abbildung 10: Chirale P,N2-Liganden und P2N2-Liganden. 37,76-80
4.1
Synthese eines chiralen, sekundären P,N2-Phosphans (R,R)-8 bzw.
(S,S)-8:
Die Reaktion von 2 Equivalenten ortho-lithiiertem (R)- oder (S)-1-Dimethylamino-1-phenylethan mit (Et2N)PCl2 führt in guter Ausbeute zu dem Phosphinigsäureamid (S,S)-7 ([α]20D = –
35.9° (c = 1.0, CH2Cl2)) bzw. (R,R)-7 ([α]20D = 35.2° (c = 1.0, CH2Cl2)) (Gleichung 6). Man
beobachtet im
31
P{1H}-NMR-Spektrum bei δP = 38.8 ppm je ein Singulett. Die beiden
diastereotopen Substituenten am Phosphoratom zeigen im 1H-NMR- und im 13C{1H}-NMRSpektrum zwei getrennte Signalsätze. Die reduktive Spaltung der P-N-Bindung mit Kalium
19
führt nach Hydrolyse des Phosphanids zu dem entsprechenden sekundären Phosphan (R,R)-8
bzw. (S,S)-8 (Gleichung 6).
N
N
N
Cl2PNEt2
Li
2K
P K
N P
N
H2O
P H
N
N
(S,S)-8a
(S,S)-7
Gleichung 6:
N
(S,S)-8
Synthese des chiralen sekundären P,N2-Phosphans (S,S)-8.
(S ,S )-7
(S ,S )-8 a
(S ,S )-8
(S ,S )-8
40
0
(ppm)
-40
-80
-56.0
-56.8
-57.6
(ppm)
Abbildung 11: 161.98 MHz 31P-NMR-Spektren (THF/10 % C6D6, 298 K) (S,S)-7, (S,S)-8a und (S,S)-8,
Vergrößerung des 31P-NMR-Signal von (S,S)-8 (rechts).
Im 31P-NMR-Spektrum lässt sich das Kaliumphosphanid (R,R)-8a bzw. (S,S)-8a als Singulett
bei δP = –48.9 ppm und nach Hydrolyse das sekundäre Phosphan (R,R)-8 bzw. (S,S)-8 jeweils
als Dublett von Septetts bei δP = –56.9 ppm (1JPH = 213.7 Hz
3,4
JPH = 4.2 Hz) detektieren
(Abbildung 11). Die Septett-Feinstruktur resultiert aus den näherungsweise gleich großen
Kopplungen (3,4JPH) zu den insgesamt sechs o- und m-ständigen aromatischen Protonen. Die
Destillation des roh-isolierten sekundären Phosphans führt zu vollständiger Racemisierung
(Sdp.: 205 °C, 0.001 mbar). Im 31P{1H}-NMR-Spektrum kann dies durch das Auftreten von
zwei zusätzlichen Resonanzen mit der statistisch erwarteten Intensitätsverteilung für das Racemat (4:1:1) beobachten werden (δP = –58.2 ppm (racem, 66 %), –56.3 ppm (meso I, 16 %)
und –59.1 ppm (meso II, 18 %)). Erst sorgfältiger Ausschluss von KOH durch mehrfache Extraktion mit Wasser unterdrückt die Racemisierung bei der anschließenden Destillation. Das
chirale sekundäre Phosphan (S,S)-8 ([α]20D = –52.7° (c = 1.0, C6H6) bzw. (R,R)-8 ([α]20D =
51.8° (c = 1.0, C6H6) fällt als farblose hochviskose Flüssigkeit an.
20
4.2
Synthese von chiralen tertiären Liganden mit P,N2-Gruppierungen
(Multidentate Liganden):
Ausgehend von dem sekundären Phosphan (R,R)-8 bzw. (S,S)-8 wurden verschiedene tertiäre
Phosphane mit P,N2-Einheiten synthetisiert (Gleichung 7). Die Reaktion von (R,R)-8 bzw.
(S,S)-8 mit 1,2-Dichlorethan unter Verwendung von nBuLi als Base ergab das C2-symmetrische (PN2)2-Phosphan (R,R,R,R)-9 ([α]20D = 21.9° (c = 1.0, CH3OH)) bzw. (S,S,S,S)-9 ([α]20D
= –21.8° (c = 1.0, CH3OH)). Phosphan 9 wurde durch Kristallisation aus iPropanol/H2O in
Form eines farblosen Feststoffs erhalten. Versuche der Synthese des Liganden 9 unter Verwendung von KOtBu als Base führten nicht zu dem gewünschten Produkt. Hierbei wurde das
sekundäre Phosphan 8 nach der hydrolytischen Aufarbeitung zurückgewonnen.
Das Bisphosphan (S,S,S,S)-10 wurde durch die Reaktion von (S,S)-8 mit 1,3-Dibrompropan
unter Einsatz von KOtBu als Base erhalten. Verbindung (S,S,S,S)-10 konnte durch Zugabe
von etherischer HCl zu einer Lösung in Diethylether als das Tetrahydrochlorid (S,S,S,S)10*(HCl)4 gefällt werden ([α]20D = –56.9° (c = 1.0, CH3OH)).
Die basenunterstützte Addition von (S,S)-8 an Diphenylvinylphosphan führte zu dem P,P´,N2Phosphan (S,S)-11, das analog zu (S,S,S,S)-10 als Trihydrochlorid isoliert wurde ((S,S)11*(HCl)3; [α]20D = –21.2° (c = 1.0, CH3OH)). Die Ph2P-Einheit von (S,S)-11 wird wie die
NMe2-Gruppen von etherischer HCl protoniert. Dies konnte durch Elementaranalyse und eine
deutliche Verbreiterung des 31P{1H}-NMR-Signals von P(2) belegt werden (Lösungsmittel
CD3OD). Das Phosphoratom P(1) von (S,S)-11 und die Phosphoratome von den Phosphanen 9
und 10 werden nicht von etherischer HCl protoniert (Gleichung 7).
N
1.) KOtBu/
nBuLi
2.) X(CH2)nX
N
P
HCl /
Ether
H
H N
N
P
(CH2)n P
N
(CH2)n P
N
N
N
H
N
(R,R,R,R)-9: n = 2, X = Cl
(S,S,S,S)-9: n = 2, X = Cl
(S,S,S,S)-10: n = 3, X = Br
H P
H
(R,R,R,R)-9*(HCl)4
(S,S,S,S)-9*(HCl)4
(S,S,S,S)-10*(HCl)4
4 Cl
1.) KOtBu
2.)
Ph2P
N
N
(R,R)-8
(S,S)-8
P(1)
HCl /
Ether
H N
P(1)
P(2) Ph2
N
N
P(2) Ph2
H
H
(S,S)-11
Gleichung 7:
3 Cl
(S,S)-11*(H Cl)3
Reaktionen des P,N2-Phosphans (R,R)-8 bzw. (S,S)-8 zu tertiären (P,N2)-Phosphanen.
21
Die Reaktion von (R,R)-8 mit chlormethylierten Polystyrolharz (Merrifield-Harz) führte zu
dem polymergebundenen P,N2-Phosphan (R,R)-12. Sorgfältiges Waschen des Polymerharzes
mit Wasser und CH2Cl2 ergab (R,R)-12 in reiner Form (Gleichung 8).
1.) K
2.)
N
PS
1%DVB
N
Cl
H P
PS
1%DVB
N
N
(R,R)-8
Gleichung 8
P
(R,R)-12
Synthese des polymergebundenen P,N2-Phosphans (R,R)-12.
Die C2-symmetrischen Phosphane 9 und 10 sowie das polymergebundene Phosphan 12 zeigen
im 31P{1H}-NMR-Spektrum jeweils nur eine Resonanz δP = –37.8 ppm (9), δP = –42.1 ppm
(10) bzw. δP = –36.5 ppm (12). Das Phosphan 11 wird im
31
P{1H}-NMR-Spektrum erwar-
tungsgemäß in Form von zwei Dubletts bei δP(1) = –36.1 ppm und δP(2) = –11.4 ppm (3JPP =
32.2 Hz) registriert. Die 1H-NMR- und 13C{1H}-NMR-Spektren der Verbindungen 9, 10 und
11 weisen, wie die Spektren der Ausgangsverbindungen (S,S)-7, (R,R)-7 und (S,S)-8, (R,R)-8,
für die diastereotopen o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyl-Gruppen jeweils getrennte Signalsätze auf. Die 13C{1H}-NMR-Signale der Ethylbrücken in den Phosphanen 9 und 11 zeigen
die erwarteten Aufspaltungsmuster, ein X-Teil eines ABX-Spinsystems für 9 (A, B = 31P, X =
13
C) und zwei Dubletts von Dubletts für die chemisch inequivalenten Brücken-C-Atome von
11. Das Bisphosphan 10 zeigt für die Atome der P-CH2-CH2-CH2-P-Brücke zwei 13C{1H}NMR-Resonanzen. Die chemisch equivalenten an das Phosphoratom gebundenen C-Atome
erscheinen im 13C{1H}-NMR-Spektrum als ein X-Teil eines ABX-Spinsystems und das zentrale C-Atom erscheint als Triplett. Das polymergebundene Phosphan (S,S)-12 zeigt die für
gequollene Polymerharze charakteristischen breiten NMR-Signale.81,82
4.3
Koordinationschemie der multidentaten Liganden (R,R,R,R)-9,
(S,S)-11 und des polymergebundenen Phosphans (R,R)-12:
Die Liganden (R,R,R,R)-9 und (S,S)-11 reagieren mit [(COD)2Rh]BF4 zu den Rhodium-(I)Komplexen (R,R,R,R)-13 und (S,S)-14 (Gleichung 9). Der Komplex (R,R,R,R)-13 konnte aus
einer Lösung in CH2Cl2 durch Zugabe von Diethylether als braun-roter Feststoff isoliert werden. Im 31P{1H}-NMR-Spektrum von (R,R,R,R)-13 wird ein Dublett bei δP = 63.6 ppm beobachtet (Tabelle 7). Die Dublettaufspaltung 1JRhP = 152.4 Hz und die Koordinationsverschiebung ∆δP = 101.3 ppm belegen die Koordination der Phosphoratome an das Rhodium. Im 31PNMR-Spektrum beobachtet man eine zusätzliche Kopplung 2JPH(1eq) = 51 Hz zu den equatorialen Protonen H(1eq) der Ethylbrücke. Die Kopplung des P-Atoms (2JPH(1ax)) zu dem axialen Proton H(1ax) der Ethylbrücke ist in den durch weitere Kopplungen (nJPH) verbreiterten
Signalen nicht aufgelöst. Für diese Kopplung (2JPH(1ax)) würde man eine geringere Kop-
22
plungsaufspaltung von ~7-13 Hz erwarten.83 Die Reaktion von (S,S)-11 mit [(COD)2Rh]BF4
ergab zu 80 % ein Hauptprodukt (S,S)-14. Im 31P-NMR-Spektrum erscheinen für das Hauptprodukt (S,S)-14 zwei Signale für die chemisch inequivalenten Phosphoratome (Tabelle 7).
Die übrigen 20 % Signalintensität verteilen sich auf die Signale einer größeren Anzahl
verschiedener Rhodium-Komplexe des P,P´,N2-Phosphans (S,S)-11. Bei den Versuchen (S,S)14 durch Kristallisation zu isolieren wurde immer die Zersetzung des Komplexes beobachtet.
Nach der Zersetzung werden im 31P{1H}-NMR-Spektrum eine Vielzahl von verschiedenen,
nicht identifizierten Komplexen detektiert.
N
N
N
Rh
P
P
BF4
2
Rh
BF4
P
P
- COD
N
N
N
2
(R,R,R,R)-9
(R,R,R,R)-13
N
N
N
Rh
BF4
P
P
2
Rh
- COD
P
BF4
P
2
(S,S)-11
(S,S)-14
N
Rh
N
PS
1%DVB
P
- COD
BF4
PS
1%DVB
P
Rh
BF4
N
N
(R,R)-12
Gleichung 9:
(R,R)-15
Synthese der Rhodiumkomplexe (R,R,R,R)-13, (R,R)-14 und (R,R)-15.
Das polymergebundene Phosphan (R,R)-12 reagiert mit einer Lösung von [(COD)2Rh]BF4 in
CH2Cl2 zu dem rot-braun gefärbten, polymergebundenen Komplex (R,R)-15. Die Koordination lässt sich hier durch die Veränderungen der 1H-NMR- und 31P-NMR-Spektren des gequollenen Polymers (R,R)-15 im Vergleich zu (R,R)-12 beobachten. Im 31P{1H}-NMR-Spektrum
23
des polymergebundenen Komplexes sind erwartungsgemäß zwei breite Signale bei δP = 44.2
bzw. 34.3 ppm mit einer deutlichen Koordinationsverschiebung ∆δP = 80.7 bzw. 70.8 ppm zu
beobachten.
31
Tabelle 7:
P-NMR-spektroskopische Daten der Komplexe (R,R,R,R)-13, (S,S)-14 und (R,R)-15.
δP
[ppm]
(R,R,R,R)-13
(S,S)-14
(R,R)-15
1
63.6 dd
64.6 ddd
59.6 ddd
44.2 br
34.3 br
2
2
JPRh
[Hz]
JPP
[Hz]
JPH
[Hz]
152.4
147.1
152.6
-
22.8
22.8
-
51
52
43
-
In den 1H-NMR- und 13C{1H}-NMR-Spektren von (R,R,R,R)-13 sind neben den Resonanzen
des koordinierten Phosphans die Signale der koordinierten Diolefinliganden zu beobachten.
Die 31P-NMR-, 1H-NMR- und die 13C{1H}-NMR-Spektren belegen die C2-symmetrische
Struktur von (R,R,R,R)-13. Eine Koordination der Stickstoffatome kann ausgeschlossen werden, da nur zwei scharfe Singuletts für die diastereotopen NMe2-Gruppen im 1H-NMR- und
im 13C{1H}-NMR-Spektrum beobachtet werden. Die 1H-NMR- und 13C{1H}-NMR-Resonanzen von (R,R,R,R)-13 wurden mit Hilfe der HH-COSY, HC-HMQC- und HC-HMBC-Spektren zugeordnet. Vor allem durch Analyse des HC-HMBC-Spektrums gelingt die Zuordnung
der Signale zu den Atomen der diastereotopen o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyl-Gruppen.
c2
c1
D2
D1 B1
C1
a1,2
Rh
C
6.0
A
B
BF4
b
d
e2
e1
a
A1
2
a
C2 B2 A2
E
D
P
F
4.0
f
D2
D1 B1
C1
N
c
b
a
1ax
(COD)
1eq
2
1
c
2.0
H(olef.)
P
(ppm)
b2 b1
c2
c1
N
b2 b1
a1,2
C2 B2 A2
A1
1ax
(COD)
1eq
H(olef.)
(ppm)
8.0
6.0
b
4.0
8.0
c
2.0
Abbildung 12: 400.13 MHz HH-NOESY-Spektrum (CD2Cl2, 298 K, tmix = 0.5 sec) von (R,R,R,R)-13. Die
1
H-NMR-Signale sind in den 1D-Spektren gekennzeichnet. Suffix 1 und 2 geben die
Zugehörigkeit der Signale zu Protonen der beiden diastereotopen Aryl-Substituenten
wieder. Kennzeichnung der diskutierten NOESY-Signale: a) H(A1,2)↔H(olef.), b)
H(A1,2)↔H(a1,2), c) H (A1)↔H(1ax), d) Me(b1)↔H(A2), e1) H(D1)↔Me(b1), e2)
H(D2)↔Me(b2), f) H(a1)↔H(1eq).
24
Das HH-NOESY-Spektrum (Abbildung 12) von (R,R,R,R)-13 ermöglicht weitergehende Einblicke in die Struktur dieses Komplexes. Im Unterschied zu den HH-NOESY-Spektren der
P,N-Chelatkomplexe (Kapitel: 3.3, 5.2 und 7.3.2) beobachtet man je einen NOE (e1, e2) zwischen den benzylischen Methylgruppen Me(b1) bzw. Me(b2) und den ortho-ständigen Protonen H(D1) bzw. H(D2). Dies lässt jeweils auf eine Orientierung der 1-DimethylaminoethylGruppe schließen, in der das benzylische Proton zum Phosphoratom gerichtet ist. Man
beobachtet NOE´s (a, b) zwischen beiden zum Phosphoratom ortho-ständigen H-Atomen
H(A1) und H(A2) zu einem der olefinischen H-Atome sowie zu den benzylischen H-Atomen
H(a1) und H(a2).
Der strukturelle Unterschied der diastereotopen Aryl-Einheiten wird durch die starke Hochfeldverschiebung der 1H-NMR-Resonanz von H-Atom H(A2) deutlich. Diese Hochfeldverschiebung von H(A2) lässt auf eine Konformation schließen, in der sich dieses Proton H(A2)
im Bereich des Anisotropiekegels der anderen Aryl-Einheiten befindet. Die räumliche Nähe
von H(A2) zu der anderen Aryl-Einheiten kann auch durch den NOE (d) zu der benzylischen
Methyl-Gruppe Me(b1) belegt werden. Das analoge H-Atom H(A1) weist einen NOE (c) zu
dem axial an den Chelatring gebundenen H-Atom der Ethylbrücke H(1ax) auf. Das benzylische Proton H(a1) zeigt einen NOE (f) zu dem equatorial an den Chelatring gebundenen HAtom H(1eq). Aus den beobachteten NOE-Signalen lässt sich unter Berücksichtigung der RKonfiguration an den benzylischen C-Atomen die in Abbildung 13 skizzierte Struktur des
Rhodium-{(R,R,R,R)-9}-Fragments ableiten.
N
e1
1
N
d
H(1ax)
H
2
N
H
P
2
Rh
P
H
H(1ax)
N
H
1
f
c
e2
Abbildung 13: Struktur des Rhodium-Bisphosphan-Fragmentes von (R,R,R,R)-13. Die diskutierten
Intraligand-NOE´s sind durch Pfeile dargestellt. c) H (A1)↔H(1ax), d) Me(b1)↔H(A2),
e1) H(D1)↔Me(b1), e2) H(D2)↔Me(b2), f) H(a1)↔H(1eq).
25
5
Chirale P,N-Liganden mit perfluorierten Substituenten:
Die Synthese chiraler Phosphanliganden mit perfluorierten Substituenten (R(F)) am Phosphoratom ist für den Einsatz dieser Verbindungen in der Zweiphasenkatalyse unter Verwendung
perfluorierter Lösungsmittel oder für Reaktionen in superkritischem CO2 von Interesse.84-88
Außerdem weisen R(F)-substituierte Phosphane besondere Donor-Eigenschaften auf. Der stark
elektronenziehende Charakter der R(F)-Substituenten verändert die elektronischen Eigenschaften des Liganden. Der σ-Donor Charakter des Phosphoratoms wird im Vergleich zu nicht fluorierten Systemen abgeschwächt. R(F)-Phosphane weisen jedoch deutlich stärkere π(d-σ*)Akzeptoreigenschaften auf. R(F)-Phosphane sind im Gegensatz zu anderen vergleichbaren πAkzeptor-Liganden, wie CO, NO,.... in ihren elektronischen und sterischen Eigenschaften modifizierbar.89 Da die perfluorierten Substituenten eine negativ polarisierte Fluorhülle tragen,
sind im Vergleich zu den unfluorierten Systemen andere elektrostatische Wechselwirkungen
mit den in der Katalyse eingesetzten Substraten zu erwarten. Pfaltz beschrieb ein (C6F5)2PPhosphan (F)I mit einer chiralen Oxazolin-Gruppe (Abbildung 14), das sich als Katalysatorligand in der asymmetrischen-allylischen Substitution deutlich von dem nicht fluorierten Analogon I unterscheidet. 90-92
Im Kontext dieser Arbeit war es von Interesse R(F)2P,N-Donor Liganden zu erzeugen und vor
allem ihre Koordinationschemie zu untersuchen.
O
O
N
(C6H5)2P
I
N
(C6F5)2P
(F)I
Abbildung 14: Zwei von Pfaltz beschriebene Oxazolin-Phosphane.
5.1
Synthese der P,N-Liganden mit perfluorierten Substituenten (R)-16
und (R)-17:
Zur Synthese chiraler P,N-Liganden mit perfluorierten Substituenten bietet sich die Reaktion
von R(F)2PBr mit Aryl-Lithium-Verbindungen an. Die Reaktion von (R)-o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyllithium mit R(F)2PBr (R(F) = CF3, C6F5) führte zur Bildung der erwarteten Phosphane (Gleichung 10). Das Phosphan (R)-16 bildete sich bei der Reaktion von (CF3)2PBr mit
o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyllithium bei –78 °C allerdings nur zu ca. 50 %. Daneben
entstanden das Diphosphan (CF3)2P–P(CF3)2 und o-Brom-(1-dimethylaminoethyl)-benzol
(Gleichung 10). Diese Nebenreaktion ist auf einen nukleophilen Angriff der Aryl-LithiumVerbindung an das Bromatom unter intermediärer Bildung von LiP(CF3)2 zurückzuführen.
26
Das LiP(CF3)2 reagiert mit (CF3)2PBr unter Abspaltung von LiBr zu dem Diphosphan
(CF3)2P–P(CF3)2. Durch Erhöhung der Reaktionstemperatur konnte die Bildung von (CF3)2P–
P(CF3)2 auf 25 % zurückgedrängt werden. Die Isolierung von (R)-16 gelang nicht, das
Phosphan konnte lediglich im Gemisch mit dem o-Brom-(1-dimethylaminoethyl)-benzol erhalten werden.
Die Verbindung (R)-17 bildete sich quantitativ (Gleichung 10) und konnte nach Hydrolyse
der Reaktionsmischung, in Form des Hydrochlorids isoliert werden. Zur weiteren Reinigung
wurde das Ammonium-Salz in das freie Amin überführt und anschließend destilliert. Die Bildung eines Diphosphans konnte nicht beobachtet werden.
N
N
(C6F5)2PBr
P(C6F5) 2
Li
- LiBr
(R)-17
N
(CF3) 2PBr
N
P(CF3) 2
+
Br
+
(CF3) 2P P(CF3) 2
- LiBr
(R)-16
Gleichung 10:
Synthese der Phosphane mit perfluorierten Substituenten (R)-16 und (R)-17.
Aufgrund des chiralen Benzylamin-Substituenten sind die perfluorierten Substituenten der
Phosphane (R)-16 und (R)-17 diastereotop. Man beobachtet in den NMR-Spektren deshalb
getrennte Signalsätze für die diastereotopen Substituenten R(F) am Phosphor. So detektiert
man im 19F-NMR-Spektrum für die CF3-Gruppen von (R)-16 ein AB-Teil eines A3B3X-Spinsystems (A,B =19F, X = 31P) (δF = –52.7 ppm (2JPF= 74.4 Hz, 4JFF = 8.0 Hz), –53.0 ppm (2JPF
= 59.8 Hz, 4JFF = 8.0 Hz)) (Abbildung 15) und sechs Resonanzen für die diastereotopen C6F5Gruppen im Phosphan (R)-17. In den 31P{1H}-NMR-Spektren erscheinen für die perfluorierten Phosphane Signale mit jeweils unterschiedlichen Kopplungen (nJPF) zu den Fluoratomen
der diastereotopen Substituenten. ((R)-16; δP = –9.1 ppm (qq; 2JPF= 74.4, 59.8 Hz), (R)-17; δP
= –52.8 ppm (tt; 3JPF = 35.5, 30.3 Hz)) (Abbildung 16). Im 13C{1H}-NMR-Spektrum von (R)17 beobachtet man neun scharfe Signale für die o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyl-Substituenten. Die Signale der C6F5-Gruppen erscheinen aufgrund der Kopplungen mit den Fluoratomen als stark verbreiterte Signale. Im 13C{19F}-NMR-Spektrum sind für die diastereotopen
C6F5-Gruppen erwartungsgemäß acht scharfe Signale zu beobachten (Abbildung 17).
27
-52.4
-52.6
-52.8
-53.0
-53.2
(ppm )
Abbildung 15: 376.50 MHz 19F-NMR-Spektrum (C6D6, 298K) von (R)-16.
-8.0
-9.0
(ppm)
-52.4
-10.0
-52.8
(ppm)
-53.2
-53.6
Abbildung 16: 161.98 MHz 31P{1H}-NMR-Spektren (C6D6, 298K) von (R)-16 (links) und (R)-17*HCl
(rechts).
N
o-CF
C6D6
m-CF
p-CF
D
C
o-CF m-CF
E
B
F
A
p-CF
P
ipso-CF
2
ipso-CF
C(C)
C(D)
C(E)
150
C(B)
C(A)
C(F)
145
140
135
130
(ppm)
125
120
115
110
Abbildung 17: Ausschnitt aus dem 100.63 MHz 13C{19F}-NMR-Spektrum (oben) und dem 100.63 MHz
13
C{1H}-NMR-Spektrum (unten) von (R)-17*HCl (C6D6, 298K). Nur die Signale der
aromatischen C-Atome sind abgebildet.
5.2
(F)
Koordination des AMPHOS (R)-A und des Ar
an Pd-(II) und Rh-(I):
28
2P-Derivats
(R)-17
Die Koordinationschemie von Phosphanen mit perfluorierten Substituenten ist insbesondere
wegen der π-Akzeptoreigenschaften der R(F)-substituierten Phosphoratome interessant.93-99
Um die Eigenschaften des Phosphans (R)-17 mit der analogen Ph2P-Verbindung AMPHOS
((R)-A) zu vergleichen, wurde von diesen Phosphanen die Rhodium-(I)-COD-Komplexe
synthetisiert (Gleichung 11).
Die Reaktion von (R)-A mit [CODRhCl]2 führt nach Zugabe von KPF6 zu dem neuen P,NChelatkomplex (R)-18a (δP = 19.8 ppm (∆δP = 35.3 ppm; 1JRhP = 155.9 Hz)). Die Umsetzung
des Bispentafluorphenylphosphan-Derivats (R)-17 mit [CODRhCl]2 hingegen führte bei der
Verwendung von KPF6 nicht zur Koordination des Phosphors an das Rhodiumatom. Die Koordination des R(F)2P-Donors von (R)-17 erfolgt erst nach Chloridabstraktion durch AgPF6.
Die Reaktion von (R)-17 mit K2PdCl4 führt hingegen glatt zu dem P,N-Chelatkomplex (R)-19
(Gleichung 11). Die Koordination von (R)-17 kann 31P-NMR-spektroskopisch verfolgt werden. Man registriert im 31P-NMR-Spektrum für (R)-18 ein Dublett bei δP = –8.4 ppm (∆δP =
48.14 ppm; 1JRhP = 172.2 Hz) und für den Palladiumdichloro-Komplex (R)-19 ein breites
Signal bei δP = –16.0 ppm (∆δP = 36.8 ppm). Die Kopplungen des Phosphoratoms mit den
Fluoratomen der C6F5-Substituenten sind in den NMR-Spektren der Komplexe (R)-18 und
(R)-19 nicht zu beobachten. Diese Kopplungen sind in den NMR-Spektren von Übergangsmetallkomplexen des P(C6F5)3 aufgrund von dynamischen Prozessen ebenfalls nicht zu erkennen.100,101
Cl
Rh
N
Rh
Cl
MPF6
PR2
- MCl
(R)-17 R = C 6F5
(R)-A R = C 6H5
Gleichung 11:
P F6
N
K 2PdCl4
(R)-17
Rh
P
R2
(R)-18 R = C 6F5, M = Ag
(R)-18a R = C 6H5, M = K
N
P(C6F5)2
N
- 2 K Cl
PdCl2
P
(C6F5)2
(R)-19
Synthese der Komplexe (R)-18, (R)-18a und (R)-19.
In den 19F-NMR-Spektren von (R)-18 und (R)-19 beobachtet man bei 300 K sechs Signale,
jeweils zwei für die o-, m- und p-Fluoratome der diastereotopen (F)Aryl-Substituenten. Bei
tiefer Temperatur (180 K) ist die Rotation der (F)Aryl-Gruppen von (R)-18 stark verlangsamt
und man beobachtet zehn Resonanzen im 19F-NMR-Spektrum (Abbildung 18). Das 19FNMR-Spektrum von (R)-19 zeigt auch bei 180 K nur sechs Signale. In den 31P{1H}-NMR-
29
Spektren der beiden Komplexe (R)-18 und (R)-19 können auch bei 180 K keine JPF-Kopplungen aufgelöst werden.
3
o -F
m -F
p -F
300 K
270 K
255 K
245 K
235 K
225 K
215 K
205 K
195 K
180 K
-120
-130
-140
(ppm)
-150
-160
Abbildung 18: 235.36 MHz 19F-NMR-Spektren (CD2Cl2) von (R)-18 bei verschiedenen Temperaturen,
die PF6- Resonanz wurde weggelassen. Die Signale der beiden diastereotopen C6F5Gruppen sind mit schwarzen bzw. weißen Punkten gekennzeichnet. Die Zuordnung der
19
F-NMR-Resonanzen erfolgte anhand der FF-COSY-Spektren bei T = 300 K und T = 180 K.
Anhand der HH-NOESY-Spektren von (R)-18, (R)-18a und (R)-19 lässt sich die Konformation der P,N-Chelatringe nach der in Kapitel 3.3 beschriebene Weise bestimmen. Die benzylischen Methylgruppen Me(b) stehen wie in dem Rhodium-(I)-Komplex (R,R)-5 in axialer Position bezüglich der Chelatringe. Somit ergibt sich für die R-Konfiguration am benzylischen
C-Atom ebenfalls δ-Konformation der P,N-Chelatringe (Abbildung 8, Seite 12). Eine Inversion der Chelatringkonformation konnte nicht beobachtet werden.
5.2.1
Festkörperstrukturen der Rhodium-(I)-Komplexe (R)-18 und (R)-18a:
Von den Komplexen (R)-18 und (R)-18a wurden aus Lösungen in CH2Cl2/Diethylether geeignete Kristalle erhalten und mit Hilfe der Röntgenstrukturanalyse untersucht. Die Struktur, von
(R)-18 und der zwei kristallographisch unabhängigen Komplexkationen von (R)-18a sind in
Abbildung 19 dargestellt. Ausgewählte Bindungslängen und Bindungswinkel sind in Tabelle
8 zusammengefasst. Das Komplexkation von (R)-18a mit dem Zentralatom Rh(1) wird im
folgenden als (R)-18a(1) bezeichnet und das mit Rh(2) als (R)-18a(2). Die Festkörperstrukturen belegen den erwarteten Aufbau der Verbindungen mit R-Konfiguration an den benzylischen C-Atomen. Die Phosphoratome und die Stickstoffatome sind jeweils an die Rhodiumatome koordiniert.
F2
F3
C13
C30
C14
C15
C30
C59
C13
C8
C27
C41
P1
P2
C9
N1
C6
P1
C27
C1
N
C31
C9
C32
C47
C48
C40
C10
C17
F6
C34
C52
C22
C21
C19
C51
C4
C5
C4
C10
C49
C3
C3
C6
C33
C35
C2
C7
C36
C39
C2
C5
C11
F5
Rh
C37
C20
C1
C7
C22
C46
N2
C17
C8
C26
C55
C19
C26
F1
C25 C24
C45
Rh2
C57
C28
C38
C56
C18
Rh1
C44
C42
C54
C12
C24
C23
C53
C58
C11
C23
C25
C29
C43
C16
C29
C28
C60
F7
C50
C40
F9
C20
F8
C10
C10
C9
C39
C6
N1
C9
C36
C7
Rh1
N
N2
C1
C31
C6
P2
C7
C37
Rh2
P1
C1
P1
Rh
C8
C38
C8
30
Abbildung 19: Strukturen der Komplexkationen (R)-18a(1) (links), (R)-18a(2) (mitte) und (R)-18 (rechts). Die PF6-Ionen wurden zur besseren Übersichtlichkeit
weggelassen. Die Chelatringe sind als isolierte Einheiten jeweils unten abgebildet .
31
Der Rh-P Abstand ist im Ar(F)2P-Derivat (R)-18 mit 2.269(1) Å geringfügig kürzer als der RhP-Abstand in den zwei Komplexkationen von (R)-18a (2.295(2), 2.278(2) Å). Der Rh-N-Abstand ist mit 2.250(4) Å für (R)-18 vergleichbar mit dem Abstand Rh(2)-N(2) in (R)-18a(2)
(2.246(5) Å). Der Abstand Rh(1)-N(1) in (R)-18a(1) ist mit 2.209(5) Å deutlich kürzer. Der
Bindungswinkel P(1)-Rh-N zeigt mit 88.7(1)° für (R)-18 wie die beiden P-Rh-N-Winkel in
(R)-18a mit 90.4(2)° und 86.9(1)° die erwartete Größe. Die Abstände vom Rhodiumatom zu
den Mittelpunkten M1 und M2 der koordinierten C=C-Doppelbindungen zeigen deutlich den
stärkeren strukturellen trans-Effekt (STE) des Phosphors im Vergleich zum Stickstoff. Die für
die drei Komplexkationen beobachteten Rh-M1-Abstände trans zum Phosphoratom sind mit
2.154-2.160 Å deutlich länger als die Abstände Rh-M2 trans zum Stickstoffatom mit 2.0282.037 Å. Ein deutlicher Einfluss der perfluorierten Substituenten auf die Bindungsabstände ist
nicht zu erkennen. Die Strukturen von (R)-18 und (R)-18a unterscheiden sich vor allem aufgrund verschiedener Chelatringkonformationen. Zur Ermittlung der Ringkonformationen wurden Cremer-Pople-Analysen durchgeführt.102 Der P,N-Chelatring von (R)-18 beschreibt einen
sechsgliedrigen Ring mit verzerrter Halb-Boot-Konformation. Das Stickstoffatom von (R)-18
ist mit 0.916(6) Å aus der von den restliche fünf Atomen aufgespannten Ebene ausgelenkt.
Der Chelatring des Komplexkations (R)-18a(1) liegt in einer verzerrten Boot-Konformation
vor, die durch die zwei Ebenen P(1)-C(1)-C(6)-C(7) und P(1)-Rh(1)-N(1)-C(7) beschrieben
wird. Die Konformation des in (R)-18a(2) beobachteten Rings ist als Übergang von einer
stark verzerrten Halb-Boot-Konformation zu einer Halb-Sessel-Konformation zu beschreiben.
Das Stickstoffatom N(2) ist um 0.730(9) Å auf die eine Seite einer durch die Atome P(2),
C(31), C(36) und C(38) beschriebenen Ebene ausgelenkt. Das Rhodiumatom Rh(2) ist mit
0.341(9) Å deutlich geringer auf die andere Seite dieser Ebene ausgelenkt.
Die Stereochemie der drei Chelatringe ist in Übereinstimmung mit der Interpretation der HHNOESY-Spektren als δ-Konformation zu beschreiben. Die δ-Konformation der Chelatringe
von (R)-18 und (R)-18a folgt jeweils aus der axialen Orientierung des benzylischen MethylSubstituenten und der absoluten Konfiguration R am benzylischen C-Atom. (Kapitel 3.3)
Die Triaryl-P-Einheiten der drei Komplexkationen weisen die typischen propellerartigen Geometrien auf. Die Verdrillungen der Aryl-Gruppen eines Triphenylphosphanderivats lassen
sich durch die Torsionswinkel ω beschreiben. Die Torsionswinkel ω werden gemäss der von
Dunitz beschriebenen Methode bestimmt.103 Ein Dummy-Atom (D) im Mittelpunkt der drei
P-substituierten C-Atome der drei Phenylringe dient als Bezugspunkt. Der Winkel ω ergibt
sich nach ω = (t1 + t2 + π)/2, wobei ti die Dihedralwinkel D-P-Cipso-Ci der jeweiligen PhenylGruppe darstellen (Ci: ortho-C-Atome der Phenylringe). Die Winkel ω werden hier unter Berücksichtigung ihrer Vorzeichen ermittelt, da somit die unterschiedliche Chiralität der Phosphortriarylfragmente leicht gezeigt werden kann. Die Aryl-Gruppen der zwei unabhängigen
Kationen von (R)-18a beschreiben unterschiedliche Propellerkonformationen. Die Torsionswinkel der an P(1)-gebundenen Aryl-Gruppen sind negativ und die Torsionswinkel der an
P(2)-gebundenen Aryl-Gruppen positiv (Tabelle 8). Die Torsionswinkel in (R)-18 sind sowohl positiv als auch negativ.
32
Die Torsionen der Aryl-Gruppen in den Triaryl-P-Fragmenten der drei Komplexkationen variieren stark. So weisen jeweils zwei der Aryl-Gruppen kleinere Torsionswinkel im Bereich
von 7-34° und je eine Aryl-Gruppe einen deutlich größeren Torsionswinkel von 69-80° auf.
Die unterschiedlichen starke Verdrillung dieser Aryl-Gruppen haben einen großen Einfluss
auf den Platzbedarf dieser Triaryl-P-Fragmente in den Chelatkomplexen.
Tabelle 8:
Torsionswinkel ω [°] der Aryl-Gruppen von (R)-18 und (R)-18a:
(R)-18
ω C(1-6)
ω C(11-16)
ω C(17-22)
(R)-18a(1)
ω C(1-6)
ω C(11-16)
ω C(17-22)
7.6
79.4
–15.5
(R)-18a(2)
ω C(31-36)
ω C(41-46)
ω C(47-52)
–34.2
–10.9
–69.1
19.1
72.5
15.2
Die in den Chelatring eingebundene Phenylen-Gruppe ist in den drei Komplexkationen jeweils in die Richtung der Aryl-Gruppe mit dem größeren Wert für ω orientiert. Die C6F5Gruppe (C(11)-C(16)) von (R)-18 steht cis zu der benzylischen Methyl-Gruppe, wie die ebenfalls cis zur benzylischen Methyl-Gruppe orientierte C6H5-Gruppe (C(41-46)) von (R)-18a(2).
Diese beiden Komplexkationen (R)-18 und 18a(2) zeigen Chelatringkonformationen, die sich
nur geringfügig unterscheiden. Im Komplexkation (R)-18a(1) hingegen zeigt die zur benzylischen Methyl-Gruppe trans-ständige Phenyleinheit (C(17)-C(22) den größten Betrag von ω,
der beobachtete Chelatring weist mit einer verzerrten Boot-Konformation eine deutlich abweichende Struktur auf (Abbildung 19). Eine Folge der unterschiedlichen Ringkonformationen sind die unterschiedlichen Rh-N-C-Winkel der axialen NMe-Gruppe. In den Komplexen
(R)-18 und (R)-18a(2) ist der Winkel Rh-N-C(10) mit 114.6(3)° und Rh-N-C(40) mit
112.1(4)° im Vergleich zum Tetraederwinkel aufgeweitet. Der analoge Winkel ist jedoch im
Komplex (R)-18a(1) mit verzerrter Boot-Konformation deutlich kleiner (Rh-N-C(10) =
103.3(4)°).
Die Mittelpunkte der C=C-Doppelbindungen von (R)-18 und (R)-18a liegen nicht auf den von
N, Rh und P aufgespannten Ebenen. Die Rh-(I)-COD-Fragmente sind durch Drehung der
COD-Liganden aus der idealen Koordinationslage verzerrt.104
N
P
Rh
Rh
P
δolef.
λolef.
N
Abbildung 20: Definition der Nomenklatur für die Konformation eines Metall-Diolefin-Chelatrings.
Das Diolefin ist oberhalb und der P,N-Ligand unterhalb der Papierebene angeordnet.
Die Konformationen von Rhodium-(I)-Diolefin-Fragmenten werden in dieser Arbeit gemäss
der Definition für windschiefe Geraden mit δolef. oder λolef. beschrieben (Abbildung 20). Als
Bezugspunkte dienen die von P und N beschriebene Gerade und die Verbindungslinie der
Mittelpunkte der Doppelbindungen M1 und M2. Die Rhodium-(I)-COD-Fragmente der drei
Kationen beschreiben jeweils δolef.-Konformation. Der Dihedralwinkel zwischen den Ebenen
N-Rh-P(1) und M1-Rh-M2 von (R)-18 beträgt 13.7(3)°. In (R)-18a zeigen die beiden unab-
33
hängigen Komplexe von (R)-18a mit 5.9(4)° ((R)-18a(1)) und 1.1(5)° ((R)-18a(2)) geringe
Werte für diesen Winkel.
Der direkte Vergleich Donor-Eigenschaften der beiden Phosphane (R)-17 und (R)-A (AMPHOS) gelingt anhand der hier betrachteten Strukturen nicht. Ein deutlicher Unterschied der
Festkörperstrukturen dieser Verbindungen wird durch Betrachtung der Kristallpackungen
offenbar, so ist im (R)-18 das PF6-Anion zwischen den Flächen der C6F5-Gruppen zweier
Komplexkationen (C(11)-C(16)) und (C(17)-C(22)) angeordnet. In der Kristallpackung von
(R)-18a hingegen weisen die Wasserstoffatome der C6H5-Gruppen in die Richtung der PF6Ionen. Diese verschiedenen interionischen Wechselwirkungen stehen im Einklang mit der unterschiedlichen Polarität der C6F5- und der C6H5-Gruppen. Ein direkter Einfluss auf die Geometrie der Komplexkationen ist allerdings nicht zu erkennen.105
Tabelle 9:
Ausgewählte Bindungslängen [Å] und Bindungswinkel [°] von (R)-18 und (R)-18a.
(R)-18
(R)-18a(1)
(R)-18a(2)
Rh-P(1)
Rh-N
Rh-C(23)
Rh-C(24)
Rh-C(27)
Rh-C(28)
Rh-M1
Rh-M2
P(1)-C(1)
P(1)-C(11)
P(1)-C(17)
N-C(7)
N-C(9)
N-C(10)
2.269(1)
2.250(4)
2.125(5)
2.162(6)
2.238(5)
2.284(6)
2.158(5)
2.028(5)
1.827(5)
1.854(4)
1.869(5)
1.499(6)
1.509(6)
1.498(6)
Rh(1)-P(1)
Rh(1)-N(1)
Rh(1)-C(23)
Rh(1)-C(24)
Rh(1)-C(27)
Rh(1)-C(28)
Rh(1)-M1
Rh(1)-M2
P(1)-C(1)
P(1)-C(17)
P(1)-C(11)
N(1)-C(7)
N(1)-C(9)
N(1)-C(10)
2.295(2)
2.209(5)
2.145(7)
2.165(8)
2.245(9)
2.264(9)
2.154(8)
2.037(6)
1.830(7)
1.811(7)
1.828(7)
1.532(8)
1.531(9)
1.496(8)
Rh(2)-P(2)
Rh(2)-N(2)
Rh(2)-C(54)
Rh(2)-C(53)
Rh(2)-C(57)
Rh(2)-C(58)
Rh(2)-M3
Rh(2)-M4
P(2)-C(31)
P(2)-C(47)
P(2)-C(41)
N(2)-C(37)
N(2)-C(39)
N(2)-C(40)
2.278(2)
2.246(5)
2.127(7)
2.147(8)
2.265(8)
2.267(8)
2.160(7)
2.028(6)
1.833(8)
1.825(7)
1.829(7)
1.497(6)
1.452(9)
1.502(8)
P(1)-Rh-N
P(1)-Rh-M2
N-Rh-M1
M1-Rh-M2
Rh-N-C(9)
Rh-N-C(10)
Rh-N-C(7)
C(7)-N(1)-C(9)
C(10)-N(1)-C(7)
C(10)-N-C(9)
C(17)-P(1)-C(11)
C(1)-P(1)-C(11)
C(1)-P(1)-C(17)
C(17)-P(1)-Rh(1)
C(11)-P(1)-Rh(1)
Rh-P(1)-C(1)
C(12)-C(11)-C(16)
C(12)-C(11)-P(1)
C(16)-C(11)-P(1)
C(22)-C(17)-C(18)
P(1)-C(17)-C(18)
P(1)-C(17)-C(22)
88.7(1)
92.5(2)
95.8(2)
84.6(3)
114.0(4)
114.6(3)
107.5(3)
106.8(3)
109.3(4)
104.2(4)
104.2(2)
102.9(2)
103.3(2)
112.2(2)
116.2(2)
116.5(2)
116.1(4)
126.1(4)
117.4(4)
114.7(5)
119.8(5)
125.5(4)
N(1)-Rh(1)-P(1)
P(1)-Rh(1)-M2
N(1)-Rh(1)-M1
M1-Rh(1)-M2
Rh-N-C(9)
Rh-N-C(10)
Rh-N-C(7)
C(7)-N(1)-C(9)
C(10)-N(1)-C(7)
C(10)-N(1)-C(9)
C(17)-P(1)-C(11)
C(11)-P(1)-C(1)
C(17)-P(1)-C(1)
C(17)-P(1)-Rh(1)
C(11)-P(1)-Rh(1)
C(1)-P(1)-Rh(1)
C(12)-C(11)-C(16)
C(12)-C(11)-P(1)
C(16)-C(11)-P(1)
C(22)-C(17)-C(18)
C(18)-C(17)-P(1)
C(22)-C(17)-P(1)
90.4(2)
91.1(3)
94.6(3)
84.2(3)
113.1(5)
103.3(4)
118.5(3)
105.1(6)
107.5(5)
108.9(6)
103.4(3)
103.1(3)
104.3(3)
114.0(2)
116.9(3)
113.6(3)
117.7(7)
123.1(6)
118.9(6)
118.4(7)
122.4(5)
119.2(6)
N(2)-Rh(2)-P(2)
P(2)-Rh(2)-M3
N(2)-Rh(2)-M4
M3-Rh(2)-M4
Rh-N-C(39)
Rh-N-C(40)
Rh-N-C(7)
C(39)-N(2)-C(37)
C(37)-N(2)-C(40)
C(39)-N(2)-C(40)
C(47)-P(2)-C(41)
C(41)-P(2)-C(31)
C(47)-P(2)-C(31)
C(47)-P(2)-Rh(2)
C(41)-P(2)-Rh(2)
C(31)-P(2)-Rh(2)
C(46)-C(41)-C(42)
C(46)-C(41)-P(2)
C(42)-C(41)-P(2)
C(48)-C(47)-C(52)
C(52)-C(47)-P(2)
C(48)-C(47)-P(2)
86.9(1)
96.7(3)
92.2(3)
84.3(3)
115.2(5)
112.1(4)
109.6(3)
108.5(5)
108.9(5)
102.2(5)
102.4(3)
101.9(3)
105.4(3)
111.4(3)
118.7(2)
115.5(3)
119.0(7)
123.2(6)
117.7(6)
118.1(7)
120.3(6)
121.6(6)
34
6
Chirale Aminosäurepnictogenane:
Chirale Pnictogenane mit Aminosäure-Gruppierungen sind als hydrophile Liganden in Form
ihrer Übergangsmetallkomplexe für den Einsatz in der Katalyse von Interesse. In Anlehnung
an verschiedene bereits als Antitumorpharmazeutika oder Enzyminhibitoren genutzten Platinverbindungen sind Komplexe von Aminosäurepnictogenanen eine interessante Variation
der bereits bekannten Systeme mit N2- oder P,N-Liganden.106-109 Gilbertson (K) 110-113, Grützmacher114 (K) und Stelzer115,116 (J, K) beschrieben verschiedene Pnictogenane mit Aminosäure-Resten (Abbildung 21).
PPh2
Me,H CO H
2
NHBoc
R2E
CO2Me
NH2
J
K
Stelzer
E = P, As, Sb
R = Ph, cy-hex, o-xylyl
Gilbertson
Grützmacher
Stelzer
Abbildung 21: Literaturbekannte Aminosäurepnictogenane.
Bei der Synthese eines Aminosäurephosphans vom Typ J konnte gezeigt werden, dass bei der
Reaktion von enantiomerenreinem (S)-(4-Fluorphenyl)-glycin117 mit Kaliumdiphenylphosphanid racemisches p-(Diphenylphosphanyl)-phenylglycin entsteht (Gleichung 12, oben). Die
von Grützmacher eingeführte Reaktion von Kupferpnictogeniden, einer wesentlich milderen
Pnictogenidquelle, führte bei der Synthese von Aminosäurepnictogenanen des Typs K ausgehend von (R)-β-Brom-Alanin-Derivaten ebenfalls zu Racemisierung (Gleichung 12, untenlinks).118 Auch Versuche das reaktivere (R)-β-Iod-Alanin mit den nur schwach basischen, sekundären Phosphanen umzusetzen, ergaben aufgrund der erforderlichen erhöhten Reaktionstemperaturen racemische Produkte (Gleichung 12, unten-rechts).116
O
OK
O
KPPh2
F
H
NH2
- KF
H
(S)
OK
Stelzer
Ph2P
NH2
J
racemisch
COOMe
Ph2E
H
NHBoc
K
racemisch
[Ph2ECu]n /
Phenatrolin
COOMe
1.) R2PH
2.) K2CO3
X = Br
H
NHBoc
X= I
E = P, As, Sb
Grützmacher
Gleichung 12:
X
(R)
R = Ph, cy-hex,
o-xylyl,...
COOMe
R2P
H
NHBoc
K
racemisch
Stelzer
Synthesen von racemischen Aminosäurepnictogenanen ausgehend von
enantiomerenreinen Aminosäuren.
35
6.1
Synthese der Fluoraminosäure 21:
Führt man die Synthese der Aminosäurepnictogenane ausgehend von quarternären α-MethylAminosäuren durch, sollte die Racemisierung auch unter den stark basischen Bedingungen
der Reaktionen unterbleiben, da das acide, α-ständige Wasserstoffatom durch eine MethylGruppe ersetzt ist. Zur Synthese enantiomerenreiner Phosphane des Typs J ist somit enantiomerenreines α-(2-Fluorphenyl)-alanin 21 erforderlich. Das racemische α-(2-Fluorphenyl)-alanin 21 ist durch die klassischen Aminosäure-Synthesen nach Strecker oder Bucherer-Berg
leicht in größeren Mengen zugänglich (Gleichung 13).119-123
O
O
CN
H2N
KCN
NH3/NH4Cl
ClH3N
F
20b
21*HCl
O
O
HN
O
(NH4)2CO3
KCN
F
O
NH
F
1.) NaOH/H2O
2.) HCl
H2N
6.1.1
OH
F
21
20a
Gleichung 13:
OH
F
HCl
F
Synthese der racemischen Fluor-Aminosäure 21,
nach Strecker (oben) und Bucherer-Berg (unten).
Röntgenstrukturanalyse des α-(2-Fluorphenyl)-alanins 21*H2O:
Um den strukturellen Einfluss der α-Methyl-Gruppe in 21 zu bestimmen, wurde eine Röntgenstrukturanalyse durchgeführt. Geeignete Kristalle vom racemischem 21*H2O konnten
durch Kristallisation aus Wasser/Methanol erzeugt werden. Die Struktur von 21*H2O ist in
Abbildung 22 dargestellt. Ausgewählte Bindungslängen und Winkel sind in Tabelle 10 aufgeführt.
F
C6
O3
C5
C7
N
O2
C2
C4
C8
C9
Abbildung 22: Festkörperstruktur von 21*H2O.
C1
C3
O1
36
Die Einheitszelle des Kristalls enthält sowohl das R- als auch das S-Enantiomer von 21 mit
Betain-Struktur. Die Bindungslängen C(2)-O(1) (1.235(2)Å) und C(2)-O(2) (1.249(2) Å) sind
nahezu identisch, der Bindungswinkel O(1)-C(2)-O(2) (127.02(12)°) und der Abstand C(1)-N
(1.502(2)Å) zeigen die erwarteten Größen für eine Aminosäure mit Betain-Struktur.124 Die
Ebene der Carboxylat-Gruppe ist näherungsweise orthogonal zur Phenyl-Gruppe orientiert,
der Dihedralwinkel beträgt 86.65(6)°. Eine ähnliche Konformation wurde im (2-Fluorphenyl)glycin bestimmt, wobei dort ein Dihedralwinkel von 105.5° ermittelt wurde.125
Die α-Methyl-Gruppe liegt in der Ebene des Fluorphenylringes, wodurch der für den Winkel
C(3)-C(1)-C(4) große Wert von 114.1(1)° zu verstehen ist. Der Dihedralwinkel C(3)-C(1)C(4)-C(5) liegt bei 179.0(1)°. In dieser Konformation wird ein kurzer F···C(3) Kontakt vermieden. Interessanterweise wird für das verwandte (2-Fluorphenyl)-glycin der entsprechende
Dihedralwinkel mit 28° bestimmt. Dieser konformelle Unterschied ist der deutlichste Effekt
der α-Methylierung. Die Konformation der Fluorphenyl-Gruppe relativ zur α-Alanin-Gruppe
führt zu einem F···H(NC) Kontakt von 2.17 Å,1,126 der als schwache, gewinkelte (F···H(NC)N, 120°) intramolekulare Wasserstoffbrückenbindung zu verstehen ist.127 In der Festkörperstruktur von 21 sind intermolekulare Wasserstoffbrücken von größerer Bedeutung. Es bilden
sich Dimere über die Bildung centrosymmetrischer zehngliedriger Ringe. Der Abstand
H(NB)···O(2) (–x, 1–y, –z) wird mit 1.79 Å berechnet. Durch einen weiteren H(NA)···O(1)
(1+x, y, z) Kontakt von 1.78 Å werden die Dimere zu Ketten verknüpft. Das Wassermolekül
zeigt ebenfalls einen Kontakt mit Proton H(O3C) zum O(2) Atom der Carboxylat-Gruppe und
fungiert außerdem noch als schwacher Akzeptor [O(3)···H(NC) (x–1, y, z), 2.27Å]. Diese
Wechselwirkungen erklären allerdings nicht die Fehlordnung des Lösungsmittels.
Tabelle 10:
C(1)-N
C(1)-C(3)
C(1)-C(4)
C(1)-C(2)
C(2)-O(1)
C(2)-O(2)
C(2)-C(1)
C(3)-C(1)
C(4)-C(5)
C(4)-C(9)
C(4)-C(1)
C(5)-F
C(5)-C(6)
C(5)-C(4)
C(6)-C(7)
C(6)-C(5)
1
Ausgewählte Bindungslängen [Å] und Bindungswinkel [°] von 21:
1.502(2)
1.521(2)
1.522(2)
1.563(2)
1.235(2)
1.249(2)
1.563(2)
1.521(2)
1.385(2)
1.392(2)
1.522(2)
1.364(2)
1.377(2)
1.385(2)
1.376(3)
1.377(2)
C(7)-C(8)
C(7)-C(6)
C(8)-C(7)
C(8)-C(9)
C(9)-C(4)
C(9)-C(8)
N-C(1)
O(1)-C(2)
O(2)-C(2)
F-C(5)
1.372(3)
1.376(3)
1.372(3)
1.395(2)
1.392(2)
1.395(2)
1.502(2)
1.235(2)
1.249(2)
1.364(2)
N-C(1)-C(3)
N-C(1)-C(4)
N-C(1)-C(2)
C(3)-C(1)-C(4)
C(3)-C(1)-C(2)
107.1(1)
109.0(1)
108.1(1)
114.1(1)
108.5(1)
C(4)-C(1)-C(2)
O(1)-C(2)-O(2)
O(1)-C(2)-C(1)
O(2)-C(2)-C(1)
C(5)-C(4)-C(9)
C(5)-C(4)-C(1)
C(9)-C(4)-C(1)
F-C(5)-C(6)
F-C(5)-C(4)
C(6)-C(5)-C(4)
C(7)-C(6)-C(5)
C(8)-C(7)-C(6)
C(7)-C(8)-C(9)
C(4)-C(9)-C(8)
109.9(1)
127.0(1)
115.9(1)
117.1(1)
116.2(1)
120.5(1)
123.3(1)
117.9(1)
117.8(1)
124.4(2)
118.0(2)
120.1(1)
120.9(2)
120.5(2)
Zur Korrektur der systematischen Verkürzung von X-H-Bindungen in Röntgenstrukturen wurden die X-HBindungsvektoren auf eine Abstand von 0.967 Å für X = O und 1.033 Å für X = N vergrößert, dies sind typische
Werte aus Neutronenbeugungsuntersuchungen.
37
6.2
Racematspaltung von α-(2-Fluorphenyl)-alanin 21:
Das enantiomerenreine α-(2-Fluorphenyl)-alanin (R)-21 und (S)-21 ist für die Ligandensynthese von besonderem Interesse. Bisher wurde keine Methode zur Darstellung von enantiomerenreinem α-(2-Fluorphenyl)-alanin 21 beschrieben. Zur Darstellung der enantiomerenreinen
Aminosäure bieten sich verschiedenen Wege an, dies sind die asymmetrische Synthese, die
enzymatische Hydrolyse oder die fraktionierte Kristallisation diastereomerer Salze.128-130 Da
die asymmetrische Synthese in der Regel mehrere Synthesestufen erfordert, wurden die Versuche auf die Racematspaltung konzentriert.
Zur Racematspaltung von α-(2-Fluorphenyl)-alanin 21 wurde sowohl das Methylester-Hydrochlorid 22 als auch das N-Acetyl-geschützte Derivat 23 synthetisiert (Gleichung 14).
O
ClH3N
OMe
F
SOCl2/MeOH
O
H2N
OH
F
22
O
Ac2O/NaHCO3
O
HN
OH
F
21
23
Gleichung 14:
Darstellung der C- bzw. N-geschützten Derivate des α-(2-Fluorphenyl)-alanins 21.
Ein häufig benutztes Verfahren zur Racematspaltung von Aminosäuren ist die kinetische
Differenzierung durch enzymkatalysierte Reaktionen. Hierzu wurden im Forschungszentrum
Jülich von Herrn Dr. A. Liese Versuche zur Isolierung der enantiomerenreinen Aminosäure
21 durch enzymatische Hydrolyse des Hydantoins 20 und der enzymatischen Verseifung des
Methylesterhydrochlorides 22 durchgeführt. Die Untersuchungen führten jedoch nicht zu dem
gewünschten Erfolg. Dies ist auf die Abschirmung des Hydantoins bzw. der Ester-Gruppe
durch die α-ständige Methyl-Gruppe in der α,α-disubstituierten, unnatürlichen Aminosäure
zurückzuführen. 131,132
Die klassische Methode zur Darstellung enantiomerenreiner Aminosäuren ist die fraktionierte
Kristallisation diastereomerer Salze unter Verwendung von chiralen Basen oder Säuren. Zur
Ermittlung eines geeigneten Reagenzes für die Racematspaltung wurden die Aminosäure 21,
der Methylester 22 und die N-Acyl-Aminosäure 23 mit verschiedenen chiralen Reagenzien,
wie (R)- oder (S)-1-Phenylethylamin, Cinchonin, Cinchonidin, (1R,2S)-1,3-Dihydroxy-2-aminophenylpropan, (R)-2,2´-Binaphtolphosphorsäure, d- oder l-Weinsäure, (+)-Camphersulfonsäure oder l-O-Acetyl-Mandelsäure zu Salzen umgesetzt. Diese Salze wurden aus verschiedenen Lösungsmitteln bzw. Lösungsmittelgemischen kristallisiert. Nach vielen erfolglosen
Versuchen führte erst die fraktionierte Kristallisation von 23 mit einem Equivalent (S)-Proli-
38
nol zur Trennung der Diastereomeren (Gleichung 15). Das (R)-N-Acetyl-α-(2-fluorphenyl)alanin-(S)-prolinolium-Salz (R,S)-24 fällt nach Kristallisation aus Aceton in 98 % de an
([α]20D = 2.3° (c = 1.0, Aceton)).133 Die Spaltung des Salzes (R,S)-24 mit Salzsäure ergab (R)23 als farblosen Feststoff ([α]20D = –30.9° (c = 1.0, CH3OH)). Durch Einsatz von (R)-Prolinol134 wurde das andere Enantiomer erhalten ((S,R)-24 [α]20D = – 2.3° (c = 1.0, Aceton), (S)23 [α]20D = 31.2° (c = 1.1, CH3OH)). Die Hilfsbase konnte nach der Freisetzung von 23 durch
Deprotonierung des Prolinolium-Hydrochlorids mit NaOH oder KOH regeneriert werden. Die
freie Aminosäure (R)-21 bzw. (S)-21 wurde durch saure Hydrolyse der N-Acetyl-Aminosäure
(R)-23 bzw. (S)-23 erhalten (Gleichung 15). Die Neutralisation des Aminosäurehydrochlorides mit NaOH führte jeweils zu der enantiomerenreinen Fluor-Aminosäure (R)-21 ([α]20D = –
41.7° (c = 1, H2O)) bzw. (S)-21 ([α]20D = 41.6° (c = 1.0, H2O)).
O
HN
O
O
OH +
F
HN
N
H
O
F
OH
NaOH
N
H2
-
N
H2
O
F
N
H2
OH
(S,S)-24
OH
Cl
O
O
HN
OH
F
(R)-23
6.2.1
HN
O
+ HCl
O
Gleichung 15:
OH
+
(R,S)-24
(S)-Pro linol
23
O
O
1.) HCl
2.) NaOH
H2N
OH
F
(R)-21
Fraktionierte Kristallisation des (S)-Prolinolium-Salzes (R,S)-24 und Freisetzung der
enantiomerenreinen Aminosäure (R)-21.
NMR-Spektroskopische Bestimmung der Enantiomerenreinheit der
diastereomeren Salze von 21:
Eine häufig eingesetzte Methode zur Bestimmung von Enantiomerenreinheiten ist die Bildung
diastereomerer Solvate mittels chiraler Shiftreagenzien und deren Detektion durch Kernresonanzspektroskopie.135 So kann man durch Zusatz von enantiomerenreiner O-Acetyl-Mandelsäure zu einer Probe von 1-Phenylethylamin die Enantiomerenreinheit des Amins durch 1HNMR-Spektroskopie ermitteln.136,137 Da bei der Bildung der diastereomeren Salze von 23
ähnliche Systeme gebildet wurden, lag es nahe den Verlauf der Racematspaltung mittels
NMR-Spektroskopie zu verfolgen. Die 1H-NMR-Spektren des racemischen Prolinolium-Salzes 24 in CD3OD zeigen jedoch keine Aufspaltung der Signale aufgrund der Bildung diastere-
39
omerer Solvate. In den F{ H}-NMR-Spektren von 24 wurden allerdings deut lich getrennte
Signale der diastereomeren Solvate beobachtet (Abbildung 23, unten). Daneben erscheinen
weitere Aufspaltungen der 19 F{1 H}-NMR-Resonanzen. Die zusätzlichen Aufspaltungen beruhen auf der cis-trans-Isomerie der Amid-Gruppe des Anions (23(–)) (Abbildung 23, oben).
Die beiden Isomeren von 23(–) konnten ebenfalls in den 13 C{1 H}-NMR-Spektren anhand
zusätzlicher Signale identifiziert werden. Die Re sonanzen der C-Atome der Acetyl- Gruppe,
19
1
des α-C-Atoms und der α-Methyl-Gruppe weisen eine Aufspaltung mit dem Intensitätsverhältnis der korrespondierenden 19 F{1 H}-NMR-Signale auf. Die Salze der chiralen Basen 1Phenylethylamin, Cinchonin, Cincho nidin oder (1R,2S)-1,3-Dihydroxy-2-amino-phenyl-propan zeigen analoge 19 F{1 H}-NMR-Spektren. Die zusätzlichen NMR-Signale durch die Bildung zweier Isomeren von 23(–) ist auch im Triethylammonium-Salz 25 zu beobachten. Die
Spektren der neutralen Verbindung 23 zeigen diese Aufspaltung nicht.
O
F
O
O
H
N
O
F
H
N
O
O
(S)-Prolinolium-Salz 24
(0 % de)
-114.84
-114.88
Abbildung 23:
-114.92
(ppm)
-114.96
(S)-Prolinolium-Salz (R,S)-24
(98 % de)
-114.84
-114.86
-114.88
(ppm)
-114.90
Triethylammonium-Salz 25
(Racemat)
-114.84
-114.88
-114.92
(ppm)
-114.96
oben: Isomere von Anion 23 (–),
unten: 235.36 19 F{1 H}-NMR-Spektren (CD3 OD, 298 K) der Ammonium-Salze von 23.
NMR-spektroskopische Methoden stoßen bei der Bestimmung von Diastereomerenreinheiten
schnell an ihre Grenze. Vor allem bei großen Diastereomerenüberschüssen (> 95 % de) ist
eine verlässliche Integration von den Signalen mit geringerer Intensität oft schwierig. Zur
schnellen Kontrolle der Racematspaltung ist die 19 F{1 H}-NMR-spektroskopische Untersuchung der diastereomeren Salze allerdings sehr gut geeignet. Die Salze können direkt, ohne weitere Aufreinigung, untersucht werden.
6.2.2
Bestimmung der Enantiomerenreinheit der Aminosäure 21 durch
HPLC (BGIT-Verfahren):
Zur genaueren Bestimmung der Enantiomerenreinheit von 21 wurde die entschützte Aminosäure mittels HPLC unter Verwendung des von M. Schneider beschriebenen BGIT-Verfahren
untersucht. 138 Das BGIT-Verfahren beruht auf der Vorsäulen-Derivatisierung von Aminosäuren mit 2,3,4,6-Tetra-O-benzoyl-β- D-glucopranosyl-isothiocyanat (BGIT) (Gleichung
40
16). Die Diastereomerenreinheit des gebildeten N,N´-disubstituierten Thioharnstoffs 26 kann
mittels HPLC untersucht werden. Die Enantiomerenreinheit der Aminosäure wurde für (S)-21
und (R)-21 jeweils mit > 98 % ee bestimmt.
OBz
O
BzO
BzO
O
HO
F
N C S
OBz
OBz
BGIT
BzO
BzO
6.2.3
NH HN
OBz
OH
F
S
26
21
Gleichung 16:
O
O
NH2
Derivatisierung von 21 mit BGIT.
Röntgenstrukturanalyse des Prolinolium-Salzes (R,S)-24*H2O:
Zur Bestimmung der absoluten Konfiguration der enantiomerenreinen Aminosäure 21 wurde
von dem Prolinolium-Salz (R,S)-24 eine Röntgenstrukturanalyse durchgeführt. Das Ergebnis
der Röntgenstrukturanalyse ist in Abbildung 24 gezeigt. Ausgewählt Ab stände und Winkel
sind in Tabelle 11 aufgeführt. Die Struktur wurde in Übereinstimmung mit der S-Konfiguration des eingesetzten (S )-Prolinol ermittelt. Die absolute Konfiguration des Anions 23(–)
konnte somit als R festgelegt werden.
O5
C11
C10
C13
N1
O3
C14
O2
C3
N2
C1
C15
C2
C4
C9
C12
F
C5
C16
O1
C8
C6
O4
C7
Abbildung 24:
Struktur des Prolinolium-Salzes (R,S) 24* H2 O.
Wie in der freien Aminosäure 21 ist die Fluorphenyl-Gruppe nahezu orthogonal zum C(1)C(2)-O(1)-O(2)-Fragment angeordnet (Dihedralwinkel 80.02(6)°). Der Bindungsvektor C(1)C(3) steht ebenfalls parallel zum Aromaten. Der Dihedralwinkel C(5)-C(4)-C(1)-C(3) beträgt
175.4(1)°, wodurch wiederum ein kurzer F···C(3) Kontakt vermieden wird. Im Gegensatz zu
der Struktur der freien Aminosäure 21 fehlt ein stabilisierender Kontakt F···H(N1). Die F-CBindungslängen sind in den α-(2-Fluorphenyl)-alanin- Derivaten nahezu identisch 1.364(2) Å
41
(24) und 1.362(2) (21). In den α-(2-Fluorphenyl)-aminosäuren ist der endozyklische Winkel
am fluorsubsituierten C-Atom deutlich im Vergleich zum idealen Winkel von 120° aufgeweitet. Der durchschnittliche C-C-C-Winkel beträgt 124.3(2)°, während die endozyklischen C-CC-Winkel der ortho zum Fluor-Substituenten stehenden C-Atomen deutlich auf durchschnittlich 116.3(5)° gestaucht sind. Die Bindungslängen der Verbindung 24 zeigen die erwarteten
Größen. Die C(1)-N(1) Bindung ist im Vergleich zu der freien Aminosäure 21 um 0.031(3) Å
verkürzt, was auf die unterschiedliche Hybridisierung des Amid-Sticktoffatoms zurückzuführen ist. Abbildung 24 zeigt die Verknüpfung des Kations mit dem Anion über Wasserstoffbrückenbindungen. Weitere Verknüpfungen durch Wasserstoffbrücken sind von dem Kation
zu einer weiteren Carboxylat- Einheit über einen H(N2B)···O(1) Kontakt zu beobachten. Das
Wassermolekül ist mit einem Wasserstoffatom an das Atom O(3) gebunden und zeigt eine
weitere Wasserstoffbrückenbindung zu dem Alkohol-Sauerstoffatom O(4) eines weiteren
Kations. Da Atom O(1) an mehr Wasserstoffbrückenbindungen beteiligt ist als Atom O(2),
überrascht es nicht, dass der Ab stand C(2)-O(1) im Vergleich zum Abstand C(2)-O(2) um
0.019(3) Å länger ist.
Tabelle 11:
Ausgewählte Bindungslängen [Å] und Bindungswinkel [°] von 24*H2 O:
C(1)-N(1)
C(1)-C(4)
C(1)-C(3)
C(1)-C(2)
C(2)-O(2)
C(2)-O(1)
C(4)-C(5)
C(4)-C(9)
C(5)-F
C(5)-C(6)
C(6)-C(7)
C(7)-C(8)
C(8)-C(9)
C(10)-O(3)
C(10)-N(1)
C(10)-C(11)
C(11)-C(10)
C(12)-N(2)
C(12)-C(16)
1.471(2)
1.524(2)
1.535(2)
1.555(2)
1.236(2)
1.255(2)
1.386(2)
1.387(2)
1.362(2)
1.375(2)
1.379(3)
1.379(3)
1.394(2)
1.230(2)
1.345(2)
1.496(2)
1.496(2)
1.505(2)
1.508(2)
C(12)-C(15)
C(13)-C(14)
C(13)-N(2)
C(14)-C(15)
C(16)-O(4)
N(2)-C(13)
1.527(3)
1.479(3)
1.489(2)
1.500(3)
1.402(2)
1.489(2)
N(1)-C(1)-C(4)
N(1)-C(1)-C(3)
N(1)-C(1)-C(2)
C(4)-C(1)-C(3)
C(4)-C(1)-C(2)
C(3)-C(1)-C(2)
O(2)-C(2)-O(1)
O(2)-C(2)-C(1)
O(1)-C(2)-C(1)
C(5)-C(4)-C(9)
C(5)-C(4)-C(1)
C(9)-C(4)-C(1)
109.8(1)
110.3(1)
107.0(1)
113.3(1)
110.2(1)
106.0(1)
125.7(1)
117.7(1)
116.5(1)
115.8(1)
120.7(1)
123.5(1)
F-C(5)-C(6)
F-C(5)-C(4)
C(6)-C(5)-C(4)
C(5)-C(6)-C(7)
C(8)-C(7)-C(6)
C(7)-C(8)-C(9)
C(4)-C(9)-C(8)
O(3)-C(10)-N(1)
O(3)-C(10)-C(11)
N(1)-C(10)-C(11)
N(2)-C(12)-C(16)
N(2)-C(12)-C(15)
C(16)-C(12)-C(15)
C(14)-C(13)-N(2)
C(13)-C(14)-C(15)
C(14)-C(15)-C(12)
O(4)-C(16)-C(12)
C(10)-N(1)-C(1)
C(13)-N(2)-C(12)
117.6(2)
118.0(1)
124.4(2)
118.5(2)
119.5(2)
120.6(2)
121.2(2)
123.1(1)
121.7(1)
115.2(1)
111.3(1)
104.4(2)
114.1(2)
103.3(2)
104.3(2)
105.7(2)
112.0(2)
124.4(1)
107.3(1)
42
6.3
Synthese hydrophiler Triphenylpnictogenane:
Die nukleophile Phosphanierung von elektronenarmen Fluor-Aromaten mit Alkalimetallphosphaniden ist eine vielseitig verwendbare Reaktion zur Synthese funktionalisierter Phosphane.
So wurden durch Reaktionen von Kaliumdiphenylphosphanid oder Dilithiumphenylphosphanid mit den Alkalimetallsalzen von Fluor-Benzoesäuren, Fluor-Phenylphosphonsäuren oder
Fluor-Phenylsulfonsäuren die korrespondierenden funktionalisierten tertiären Phosphane erzeugt.139-141 Elektronenreiche Fluor-Aromaten, wie fluorsubstituierte Aniline, Phenole oder
Toluole reagieren nicht mit P- oder As-Nukleophilen.142,143 Stelzer et al. konnten zeigen, dass
Fluor-Toluolderivate mit zusätzlichen Donorfunktionen an der Methyl-Gruppe durch nukleophile Substitution zu den funktionalisierten Phosphanen umgesetzt werden können. So reagieren das Kaliumsalz der 2-Fluor-Phenylessigsäure bzw. das 2-Fluor-Benzylamin mit Kaliumdiphenylphosphanid zu den Triarylphosphanen 27a bzw. 28a (Gleichung 17).144 Auf diesem
Wege wurden ebenfalls die aromatischen, Aminosäurephosphane des Typs J (Gleichung 12,
Seite: 34) synthetisiert.115,133
Diphenylarsanide wurden in nukleophilen Substitutionen an funktionalisierten Fluor-Aromaten seltener als die analogen P-Verbindungen eingesetzt. Im Rahmen dieser Arbeit konnte gezeigt werden, dass die Reaktion des 2-Fluor-Benzylamins als auch des Kaliumsalzes der 2Fluor-Phenylessigsäure mit Kaliumdiphenylarsanid ebenfalls zu den entsprechenden Triphenylarsanderivaten führen (Gleichung 17). Die Reaktionen können analog zu den Phosphansynthesen durchgeführt werden. Kaliumdiphenylarsanid erhält man sowohl durch die Reaktion von Diphenylarsan mit elementarem Kalium in DME, als auch durch Deprotonierung von
Diphenylarsan mit KOtBu in DME, in Form einer rotgefärbte Lösung. Die Reaktivität des
Kaliumdiphenylarsanids in der nukleophilen aromatischen Substitution ist mit der des Kaliumdiphenylphosphanids vergleichbar.144
NH2
KEPh2
NH2
- KF
F
CO2K
F
Gleichung 17:
E
27a E = P
27b E = As
1.) KEPh2
2.) HCl
CO2H
E
28a E = P
28b E = As
- KF, KCl
Darstellung von o-Phenylessigsäure- und o-Benzylamin Diphenylpnictogenanen
(E = P, As).
Die Verbindungen 27a,b und 28a,b zeigen die erwarteten NMR-Spektren. Die Phosphane 27a
und 28a werden in den 31P-NMR-Spektren jeweils als ein Singulett bei δP = –14.3 ppm (27a)
und δP = –15.0 ppm (28a) detektiert. Im
13
C{1H}-NMR-Spektrum beobachtet man wie
erwartet 11-Signale für 27a,b und 12-Signale für 28a,b.144
43
Die Reaktion der Kaliumsalze des (2-Fluorphenyl)-glycins 21a und des α-(2-Fluorphenyl)alanins 21 mit Kaliumdiphenylphosphanid und Kaliumdiphenylarsanid führte zu den entsprechenden pnictogenansubstituierten Aminosäuren 29a,b und 30a,b (Gleichung 18). Die quarternären Aminosäuren 30a,b wurden in enantiomerenreiner Form mit S- und R-Konfiguration
(> 98 % ee) synthetisiert. Die als Kaliumsalz anfallenden Aminosäurepnictogenane wurden
durch Einstellen eines pH-Wertes von 4-6 aus einer Lösung in Wasser als neutrale Verbindungen gefällt. Nach Kristallisation aus Wasser/Methanol konnten die Verbindungen 29a,b (R)30a,b ([α]D20 = –20.5° 30a, –36.8° 30b, c = 1.0, MeOH) und (S)-30a,b ([α]D20 = 20.1° 30a,
37.1° 30b, c = 1.0, MeOH) in reiner Form erhalten werden. Das racemische Aminosäurearsan
29b kristallisierte in Form von wohlausgeprägten Kristallen, die einer Röntgenstrukturanalyse
unterzogen wurden (Kapitel: 6.3.1). Die quarternären Aminosäurepnictogenane 31a,b kristallisierten sowohl als Racemat als auch in enantiomerenreiner Form als mikrokristalline Fasern,
welche für die Strukturanalyse ungeeignet waren.
O
O
OK
F
NH2
1.) KEPh2
2.) HCl
OH
E
NH2
- KF, KCl
21a
racemisch
29a E = P
29b E = As
racemisch
O
OH
O
OK
F
NH2
21
(R) und (S)
Gleichung 18:
1.) KEPh2
2.) HCl
E
NH2
30a E = P
30b E = As
- KF, KCl
(R) und (S)
Synthese der Aminosäurepnictogenane 29a,b und 30a,b.
Die Aminosäurephosphane zeigen in den 31P{1H}-NMR-Spektren jeweils ein Singulett bei δP
= –19.2 ppm (29a) bzw. δP = –15.8 ppm ((R)-30a, (S)-30a). Die 1H-NMR-Spektren der Aminosäurepnictogenane zeigen neben Multipletts für die aromatischen Protonen ein Dublett
(4JPH = 8.4 HZ) für das Wasserstoffatom in α-Position für 29a und ein Singulett für 29b. Die
α-Methyl-Gruppen von (R)-30a,b und (S)-30a,b erscheinen in den 1H-NMR-Spektren jeweils
als scharfe Singuletts. In den 13C{1H}-NMR-Spektren sind für den Aminosäure-Rest von
29a,b, (R)-30a,b und (S)-30a,b jeweils sechs Signale für die aromatischen C-Atome, zwei
Resonanzen für die Glycin-Einheit von 29a,b und drei Signale für die α-Alanin-Einheit von
30a,b zu detektieren. Die Diphenylphosphanyl-Gruppe und die Diphenylarsanyl-Gruppe
zeigen für die diastereotopen Phenyl-Gruppen der Aminosäurepnictogenane zwei Signalsätze.
Die 13C{1H}-NMR-Signale der Aminosäurephosphane 29a, (R)-30a und (S)-30a sind zum
Teil durch nJPC-Kopplungen (n = 1-3) zu Dubletts aufgespalten.58,59
44
6.3.1
Röntgenstrukturanalyse des Aminosäurearsans 29b*2H2O:
Um Informationen über den strukturellen Einfluss der Aminosäure-Gruppe auf ein Triphenylarsangerüst zu erhalten, wurde von 29b eine Röntgenstrukturanalyse durchgeführt. Außerdem
war der Vergleich mit der homologen Phosphorverbindung 29a von Interesse.115,117,133 Für die
Röntgenstrukturanalyse nutzbare Kristalle von 29b*2H2O wurden durch Kristallisation aus
Wasser/Methanol erhalten. Abbildung 25 zeigt die Struktur von 29b*2H2O, in Tabelle 12 sind
ausgewählte Bindungslängen und Bindungswinkel aufgeführt.
Die Einheitszelle (Raumgruppe Pbca) enthält sowohl das R- als auch das S-Enantiomer. Der
Aminosäure-Substituent liegt in Betain-Form vor. Die C-O-Bindungslängen der CarboxylatGruppe sind nahezu identisch O(1)-C(2) = 1.249(4), O(2)-C(2) = 1.251(4) Å. Der Bindungswinkel O(1)-C(2)-O(2) von 128.0 (4)° und der C-N Abstand C(1)-N = 1.506(4) Å weisen für
Aminosäuren in der Betain-Form typische Größen auf.145
C7
C19
C6
C8
C20
C18
O1
C5
C3
C15
O4
C4
C17
C1
C16
C2
As
O2
N
C9
C14
C10
C13
O3
C11
C12
Abbildung 25: Festkörperstruktur von 29b*2H2O.
Die Moleküle sind durch Wasserstoffbrücken unter Beteiligung der Carboxylat-, der Ammonium-Gruppen und der Wassermoleküle zu einem Netzwerk verknüpft.146 Als Folge sterischer
Wechselwirkungen der Aminosäureeinheit und der unsubstituierten Phenylringe variieren die
As-C-Abstände As-C(15) = 1.953(4) Å, As-C(9) = 1.947(4) Å und As-C(3) = 1.972(4) Å geringfügig. Der Mittelwert der As-C-Abstände entspricht mit 1.957(4) Å dem für Triphenylarsan bestimmten Wert von 1.957(8) Å. Der Bindungswinkel C(9)-As-C(3) 101.8(2)° ist aufgrund von Wechselwirkungen des Aminosäure-Substituenten mit dem Phenylring C(9)-C(14)
aufgeweitet. Als Folge dieser Verzerrung sind die Winkel C(9)-As-C(15) mit 98.2 (2)° und
C(15)-As-C(3) mit 99.2 (2)° geringfügig gestaucht. Dieser Winkel beträgt im Triphenylarsan
100.1(4)°.147 Im Triphenylphosphan wird der P-C-Abstand mit 1.831(2) Å und der C-P-CWinkel mit 102.8(5)° bestimmt.148,149 Die Torsionswinkel ω der drei an das Arsenatom
45
gebundenen Aryl-Einheiten zeigen, wie für unterschiedlich substituierte Verbindungen des
Typs Ph2EAr (E = P, As) erwartet, verschiedene Werte (Tabelle 12).
Die Festkörperstruktur von 29b entspricht weitestgehend der Struktur des Phosphorderivats
29a.115 Beide Verbindungen kristallisieren in der Raum-Gruppe Pbca. Die Zellkonstanten
sind mit 9.7128 Å, 10.6018 Å und 38.2188 Å für die Arsanstruktur und 9.687 Å, 10.629 Å
und 37.856 Å für das Phosphorderivat nahezu identisch. Die Bindungslängen und Bindungswinkel der Aryl-Gruppen und der Aminosäureeinheiten variieren nur innerhalb der Fehlergrenzen. Die geringfügigen Unterschiede der Strukturen resultieren aus den unterschiedlichen
Bindungslängen P-C (Mittelwert: 1.845 Å) und As-C (Mittelwert: 1.957 Å) und aus der Variation der Winkel am zentralen Arsenatom (Mittelwert: 99.7°) verglichen mit dem Phosphoratom (Mittelwert: 102.2°).
Tabelle 12:
Ausgewählte Bindungslänge [Å], Bindungswinkel [°] und Torsionswinkel der ArylGruppen ω [°] von 29b*2H2O.
C(3)-As
C(9)-As
C(15)-As
C(1)-C(4)
C(1)-N
C(1)-C(2)
C(2)-O(1)
C(2)-O(2)
C(3)-C(8)
C(3)-C(4)
C(4)-C(5)
C(5)-C(6)
C(6)-C(7)
C(7)-C(6)
C(7)-C(8)
C(9)-C(14)
C(9)-C(10)
C(10)-C(11)
C(11)-C(12)
C(12)-C(13)
C(13)-C(14)
1.972(4)
1.947(4)
1.952(4)
1.498(5)
1.506(4)
1.542(5)
1.249(4)
1.251(4)
1.392(5)
1.401(4)
1.377(5)
1.378(5)
1.367(5)
1.367(5)
1.388(5)
1.379(6)
1.387(5)
1.386(7)
1.367(8)
1.372(7)
1.386(6)
ω C(15-20)
32.2(3)
C(15)-C(20)
C(15)-C(16)
C(16)-C(17)
C(17)-C(18)
C(18)-C(19)
C(18)-C(17)
C(19)-C(20)
C(9)-As-C(15)
C(9)-As-C(3)
C(15)-As-C(3)
C(4)-C(1)-N
C(2)-C(1)-N
O(1)-C(2)-O(2)
O(1)-C(2)-C(1)
O(2)-C(2)-C(1)
C(10)-C(9)-As
C(16)-C(15)-As
C(14)-C(9)-As
C(20)-C(15)-As
C(4)-C(3)-As
C(8)-C(3)-As
ω C(9-14)
1.373(5)
1.376(5)
1.385(5)
1.373(6)
1.351(6)
1.373(6)
1.385(6)
98.3(2)
101.8(2)
99.2(2)
110.6(3)
109.3(3)
128.0(4)
115.1(4)
117.0(4)
115.9(4)
123.8(4)
124.8(4)
118.1(4)
119.9(3)
121.3(3)
41.1(2)
C(3)-C(4)-C(1)
C(4)-C(1)-C(2)
C(4)-C(5)-C(6)
C(5)-C(4)-C(3)
C(5)-C(4)-C(1)
C(6)-C(7)-C(8)
C(7)-C(6)-C(5)
C(7)-C(8)-C(3)
C(8)-C(3)-C(4)
C(9)-C(14)-C(13)
C(11)-C(10)-C(9)
C(11)-C(12)-C(13)
C(12)-C(11)-C(10)
C(12)-C(13)-C(14)
C(14)-C(9)-C(10)
C(15)-C(16)-C(17)
C(15)-C(20)-C(19)
C(18)-C(17)-C(16)
C(18)-C(19)-C(20)
C(19)-C(18)-C(17)
C(20)-C(15)-C(16)
ω C(3-8)
122.9(4)
110.4(3)
122.5(2)
118.7(4)
118.4(4)
119.9(4)
119.1(4)
121.3(4)
118.5(4)
120.1(5)
120.3(5)
120.6(6)
119.7(6)
120.1(6)
119.3(4)
121.5(4)
120.8(5)
118.7(5)
120.0(5)
120.8(5)
118.2(4)
52.8(3)
46
7
Koordinationsverbindungen des DuPHAMINs:
Für die asymmetrische Katalyse sind Rhodium-(I)- und Palladium-(II)-Komplexe chiraler
Phosphane von besonderem Interesse. Anhand von Untersuchungen geeigneter Übergangsmetallkomplexe kann man die Eigenschaften der Phosphane diskutieren. Strukturinformationen
von Phosphan-Komplexen lassen sich aus den Festkörperstrukturen erhalten. Im Hinblick auf
die Anwendung in der Katalyse können häufig aussagekräftigere Informationen durch die
NMR-Spektroskopie erhalten werden. Vor allem die HH-NOESY/EXSY-Spektren der Komplexe geben Aufschluss über deren Strukturen in Lösung. Außerdem lassen sich gegebenenfalls dynamische Prozesse detailliert untersuchen.150-153
Bei den Untersuchungen der Komplexe beider Diastereomeren des DuPHAMINs (S,RR)-6
und (R,RR)-6 ist der Einfluss des Wechsels der absoluten Konfiguration am benzylischen CAtom von besonderem Interesse. Die Unterschiede der Rhodium-(I)- und Palladium-(II)Komplexen beider Diastereomeren des DuPHAMINs sind der zentrale Inhalt des folgenden
Kapitels.154
7.1
Rhodium-(I)- und Palladium-(II)-Komplexen des DuPHAMINs:
Für die Untersuchungen der Koordinationsverbindungen des DuPHAMINs 6 wurden Rhodium-(I)-Diolefin-Komplexe, die η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe und die Dichloropalladium-(II)-Komplexe beider Diastereomeren (S,RR)-6 und (R,RR)-6 synthetisiert (Gleichung 19).
Die kationischen Komplexe 31, 32 und 33 wurden durch Reaktion des Liganden mit
[CODRhCl]2, [NBDRhCl]2 bzw. [(C3H5)PdCl]2 in CH2Cl2 oder Aceton und anschließender
Chloridabstraktion durch Zugabe von KPF6 oder AgPF6 erhalten.155 Die Dichloropalladium(II)-Komplexe 34 konnten durch Reaktion des Liganden mit K2PdCl4 erzeugt werden.
N
1.) [CODRhCl]2
2.) KPF6
Rh
P
- KCl
- KCl
(S,RR)-31
(R,RR)-31
1.) [(C3H5)PdCl]2
2.) AgPF6
Pd
P
- AgCl
(S,RR)-6
(R,RR)-6
PF6
(S,RR)-32
(R,RR)-32
P
N
Rh
P
N
PF6
N
1.) [NBDRhCl]2
2.) KPF6
N
K2PdCl4
- 2 KCl
PdCl2
P
PF6
(S,RR)-33
(R,RR)-33
Gleichung 19:
Synthese der Übergangsmetall-Komplexe 31-34 des DuPHAMINs.
(S,RR)-34
(R,RR)-34
47
Die Kristallisation der Komplexe 31-34 aus CH2Cl2/Diethylether oder Aceton/Diethylether
ergab die Verbindungen als kristalline, analysenreine Feststoffe in hohen Ausbeuten. Die Koordination der P,N-Liganden lässt sich im 31P{1H}-NMR-Spektrum beobachten. Die 31PNMR-Resonanzen der Komplexe zeigen verglichen mit den Resonanzen der freien Liganden
deutliche Koordinationsverschiebungen ∆δP zu tiefem Feld (Tabelle 13). Die Signale der
Rhodium-(I)-Komplexe 31 und 32 sind jeweils durch Kopplung des Phosphoratoms mit dem
Rhodiumatom zu Dubletts aufgespalten. Die Koordination des Stickstoffatoms lässt sich
durch die Beobachtung von je zwei scharfen Signalen für die NMe2-Gruppierung in den 1HNMR- und in den 13C{1H}-NMR-Spektren der Komplexe 31-34 belegen.
In den NMR-Spektren der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe (S,RR)-33 und (R,RR)-33 beobachtet man jeweils die Bildung zweier Isomere aufgrund verschiedener Orientierungen des
Allyl-Liganden. Diese isomeren η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe werden gemäß ihrer
Gleichgewichtskonzentration als 33ma für das in höherer Konzentration vorliegende Isomer
(Major) und 33mi für das in geringerer Konzentration vorliegende Isomer (Minor) bezeichnet.
Die Isomeren von (S,RR)-33 liegen gemäß der Integralintensitäten der zugehörigen 1H-NMRund 31P-NMR-Signale im Verhältnis 1.00 zu 0.42 und die Isomeren von (R,RR)-33 liegen im
Verhältnis 1.00 zu 0.74 vor.
Tabelle 13:
(S,RR)-31
(R,RR)-31
(S,RR)-32
(R,RR)-32
31
P{1H}-NMR-Daten der Komplexe des DuPHAMINs.
δP
[ppm]
∆δP
[ppm]
JRhP
[Hz]
28.3
25.2
32.4
28.7
32.8
32.3
37.0
35.8
152.6
150.4
167.9
167.8
1
(S,RR)-33ma
(S,RR)-33mi
(R,RR)-33ma
(R,RR)-33mi
(S,RR)-34
(R,RR)-34
δP
[ppm]
∆δP
[ppm]
37.0
37.8
35.4
34.7
37.3
34.7
41.5
42.4
42.5
41.8
41.8
39.3
Von geeigneten Kristallen der Rhodium-(I)-COD-Komplexe (S,RR)-31 und (R,RR)-31, des
η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexes (R,RR)-33 und des Dichloropalladium-(II)-Komplexes
(S,RR)-34 wurden Röntgenstrukturanalysen durchgeführt (Abbildung 26). In Tabelle 14 sind
ausgewählte Bindungslängen und Bindungswinkel dieser Verbindungen aufgeführt. Die Röntgenstrukturanalysen bestätigten den aus den NMR-Spektren abgeleiteten Aufbau und belegen
die absolute Konfiguration an den α-C-Atomen der 2,5-Dimethylphospholan-Einheiten und
der 1-Dimethylaminoethyl-Gruppierungen. Die P-M-N-Winkel zeigen die erwarteten Werte
von 89.7° bis 95.4°. Der P-Pd-N-Winkel im η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplex (R,RR)-33 ist
mit 95.4(1)° am stärksten aufgeweitet. Die Rh-P- und Pd-P-Abstände als auch die Rh-N- und
Pd-N-Abstände weisen die erwarteten Größen auf (Tabelle 14, Seite 49).
C16
C20
C6
C21
C4
C22
C3
C13
C19
C23
C14
C35
C2
Rh
C1
C5
C10
C23
C18
C37
P1
C24
C22
Rh
C14
C7
C3
C17
C11
C32
C38
C15
C11
C9
C8
C12
C31
N
N
C21
C25
C16
C13
C33
C36
C12
C24
P1
C34
C26
C1
C15
C4
C2
C8
C2
C25
C5
C13
C14
C13
C15
C7
C14
C1
C15
C16
C1
C12
C10
C11
P1
C2
N
C4
N
C21
C16
C12
C11
C22
P
Pd
Pd
C9
C3
C3
Cl2
C21
C4
C6
C23
Cl1
C24
C22
C20
C26
48
Abbildung 26: Molekülstrukturen von (S,RR)–31 links-oben, (R,RR)-31 rechts-oben, (S,RR)-34 links-unten, (SPdR,RR)–33 rechts-unten.
Die Anionen wurden zur besseren Übersicht weggelassen.
49
Tabelle 14:
Ausgewählte Bindungslängen [Å] und Bindungswinkel [°] der DuPHAMIN-Komplexe.
(M1,2 = Mittelpunkte der koordinierten Doppelbindungen; M1: trans P, M2 trans N).
(R,RR)-31
(S,RR)-31
(R,RR)-33
Rh-P(1)
Rh-N
Rh-M1
2.307(1)
2.228(2)
2.145(3)
Rh-P(1)
Rh-N
Rh-M1
2.301(1)
2.209(3)
2.132(4)
Rh-M2
Rh-C(31)
Rh-C(32)
Rh-C(35)
Rh-C(36)
P(1)-C(22)
P(1)-C(14)
P(1)-C(11)
2.012(3)
2.208(3)
2.292(3)
2.114(3)
2.144(3)
1.830(3)
1.859(3)
1.874(3)
Rh-M2
Rh-C(17)
Rh-C(18)
Rh-C(21)
Rh-C(22)
P(1)-C(7)
P(1)-C(1)
P(1)-C(4)
2.021(4)
2.194(4)
2.275(4)
2.114(4)
2.155(4)
1.837(4)
1.856(4)
1.866(4)
P(1)-Rh-N
P(1)-Rh-M2
N-Rh-M1
Rh-N-C(4)
Rh-N-C(3)
C(14)-P(1)-C(22)
C(11)-P(1)-C(14)
C(22)-P(1)-C(11)
92.3(6)
91.9(1)
95.5(1)
115.6(2)
102.1(2)
106.5(1)
93.9(2)
103.6(1)
115.6(1)
116.7(1)
117.7(1)
P(1)-Rh-N
P(1)-Rh-M2
N-Rh-M1
Rh-N-C(16)
Rh-N-C(15)
C(7)-P(1)-C(4)
C(1)-P(1)-C(7)
C(4)-P(1)-C(1)
89.7(9)
91.4(1)
95.4(1)
114.1(3)
110.7(3)
105.1(2)
104.5(2)
94.7(2)
115.5(1)
118.9(1)
115.4(2)
Rh-P(1)-C(22)
Rh-P(1)-C(14)
Rh-P(1)-C(11)
Rh-P(1)-C(7)
Rh-P(1)-C(4)
Rh-P(1)-C(1)
(S,RR)-34
Pd-P(1)
Pd-N
Pd-C(22)
Pd-C(20)
Pd-C(21)
2.274(1)
2.155(4)
2.203(7)
2.150(7)
2.127(7)
Pd-P
Pd-N
Pd-Cl(2)
2.239(1)
2.126(2)
2.374(1)
Pd-Cl(1)
2.299(1)
P(1)-C(11)
P(1)-C(1)
P(1)-C(4)
1.833(5)
1.857(5)
1.857(6)
P(1)-C(11)
P(1)-C(24)
P(1)-C(21)
1.828(2)
1.848(3)
1.857(3)
P-Pd-N
P-Pd-C(21)
N-Pd-C(22)
Pd-N-C(10)
Pd-N-C(9)
C(1)-P(1)-C(11)
C(4)-P(1)-C(11)
C(4)-P(1)-C(1)
95.4(1)
95.7(2)
101.6(3)
109.5(4)
110.4(4)
104.4(3)
108.7(3)
94.9(3)
113.8(2)
122.1(2)
110.9(2)
P-Pd-N
P-Pd-Cl(1)
N-Pd-Cl(2)
Pd-N-C(4)
Pd-N-C(3)
C(24)-P(1)-C(11)
C(21)-P(1)-C(11)
C(21)-P(1)-C(24)
92.7(7)
85.1(3)
94.4(7)
112.5(2)
108.8(2)
106.7(1)
105.8(1)
96.4(1)
114.7(1)
114.3(1)
117.0(1)
Pd-P(1)-C(11)
Pd-P(1)-C(1)
Pd-P(1)-C(4)
Pd-P(1)-C(11)
Pd-P(1)-C(24)
Pd-P(1)-C(21)
Die sechsgliedrigen Chelatringe der Komplexe (S,RR)-31, (R,RR)-31, (R,RR)-33 und (S,RR)34 weisen jeweils eine stark verzerrte Halb-Boot- bis Screw-Boot-Konformation auf. Die
Ringkonformationen wurden anhand von Cremer-Pople-Analysen bestimmt. Aufgrund der
stark variierenden Bindungswinkel und Bindungslängen innerhalb der sechsgliedrigen Ringe
ist hier nicht eindeutig zwischen Halb-Boot- oder Screw-Boot-Konformation zu unterscheiden. Die benzylische Methyl-Gruppe steht, wie bei den Röntgenstrukturanalysen von den
Komplexen (R)-18 und (R)-18a beobachtet (Kapitel 5.2.1), jeweils axial bezüglich der P,NChelatringe.64-68 Die axiale Orientierung der benzylischen Methyl-Gruppe verringert hier
ebenso die sterischen Wechselwirkungen zum Phenylenrückgrat und vermeidet die ungünstigere 1,2-diequatoriale Anordnung zu einer der stickstoffgebundenen Methyl-Gruppen. Für
die Katalyse ist die Konformation des P,N-Chelatrings von vordergründigem Interesse. Ein
Wechsel der Ringkonformation ginge mit einer Änderung der „ chiralen Tasche“ des Komplexes einher. Die Chelatringkonformation der DuPHAMIN-Komplexe steuert die Stellung
der NMe2-Gruppe zu der Koordinationsebene des d8-Übergangsmetall-Zentrums.156,157
In den Palladium und Rhodiumkomplexen des DuPHAMINs 6 wird die Konformation der
P,N-Chelatringe durch die absolute Konfiguration der benzylischen C-Atome gesteuert. Für
die Komplexe von (S,RR)-6 beobachtet man λ-Konformation und für die Komplexe von
(R,RR)-6 δ-Konformation der Chelatringe. Diese Konformationen ergeben sich zwangsläufig
aus der axialen Orientierung der benzylischen Methyl-Gruppe. In den Festkörperstrukturen
50
von Komplexen des PPFA, des AMPHOS ((R)-A), von ((R)-17) und anderen Komplexen mit
einem vergleichbaren Grundgerüst, beobachtet man analoge P,N-Chelatringkonformationen
(Kapitel 3.3 und 5.2.1).64-68 Die Chelatringe von Komplexen des o-Diphenylphosphanyl-N,Ndimethylbenzylamins weisen im Gegensatz dazu eine verzerrte Boot-Konformation auf. Anhand der NMR-Spektren dieser Komplexe wird eine rasche Inversion der Chelatringkonformation beobachtet.158 Eine analoge Inversion wird in den DuPHAMIN-Komplexen (31-34)
durch die Methylsubstitution in der benzylischen Position und durch das sperrige (R,R)-2,5Dimethylphospholan-Gerüst unterdrückt.
Die Rh-C-, Pd-C-, und Pd-Cl-Bindungslängen zeigen deutlich den Einfluss der beiden unterschiedlichen Donoratome Phosphor und Stickstoff. Die zum Phosphoratom trans-ständigen
Substituenten weisen längere Bindungen zum Metallzentrum als die trans zum Stickstoffatom
koordinierten Substituenten auf (Tabelle 14). Dies steht im Einklang mit dem stärkeren strukturellen trans-Effekt (STE) des P-Donors.159,160 So ist in dem Dichloropalladium-(II)-Komplex (S,RR)-34 die Bindung Pd-Cl(1) mit 2.299(1) Å deutlich kürzer als die Bindung Pd-Cl(2)
2.374(1) Å. In dem η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplex (R,RR)-33 ist die Bindung Pd-C(21) mit
2.127(7) Å im Vergleich zur Bindung Pd-C(22) mit 2.203(7) Å ebenfalls signifikant verkürzt.
In den Komplexen (R,RR)-31 und (S,RR)-31 zeigen die Abstände vom zentralen Rhodiumatom zu den Mittelpunkten der koordinierten Doppelbindungen M1 (trans zu P) und M2
(trans zu N) mit 2.145(3) Å und 2.012(3) Å bzw. 2.132(4) Å und 2.021(4) Å die gleichen
Tendenzen.
Der sterische Einfluss des DuPHAMINs 6 auf die Koordinationssphäre des Übergangsmetallatoms ist anhand der verzerrten Koordination der Diolefinliganden zu beobachten. Sterische
Wechselwirkungen des koordinierten P,N-Liganden beeinflussen die Orientierung des CODLiganden relativ zu der von P, Rh und N aufgespannten Ebene. Die Zentren der beiden Doppelbindungen M1 und M2 sind nicht coplanar zu den Koordinationsebenen N-Rh-P angeordnet.104 In den Rhodium-(I)-COD-Komplexen (R,RR)-31 und (S,RR)-31 liegt das Rhodium(I)-Diolefin-Fragment jeweils in λolef.-Konformation vor (Abbildung 20, Seite 32). Die Drehrichtung des Diolefinliganden wird hauptsächlich von der (R,R)-2,5-DimethylphospholanGruppierung bestimmt. In den Rhodium-(I)-Diolefin-Komplexen des (RR,RR)-DuPHOS und
des 1,2-Bis-((R,R)-2,5-dimethylphospholanyl)-ethans beobachtet man ebenfalls λolef.-Konformation. Diese Orientierung verhindert einen kurzen Kontakt des koordinierten Olefins zu dem
in Richtung des Metallatoms gewandten Methyl-Substituenten der 2,5-DimethylphospholanEinheit (Abbildung 27).19
51
C15
C2
C5
C15
C1
N
Rh
Rh
P1
C4
P1
N
C16
C9
C3
C14
C6
C16
Abbildung 27: Komplexkationen der Rhodium-(I)-Komplexe (S,RR)-31 links und (R,RR)-31 rechts.
Die Pfeile skizzieren den sterische Einfluss der zum Rhodium-(I)-COD-Fragment gerichteten
Methyl-Substituenten der Phospholangruppen.
Die Orientierung der Dimethylamino-Gruppen wird durch die absolute Konfiguration am benzylischen C-Atom gesteuert. So ist in den Komplexen (S,RR)-31 und (R,RR)-31 eine unterschiedlich starke Drehung des Diolefinliganden zu beobachten. Der Dihedralwinkel zwischen
den Ebenen M1-Rh-M2 und P(1)-Rh-N ist im (S,RR)-31 (14.4°) kleiner als im (R,RR)-31
(21.4°). Ähnliche Unterschiede in der Orientierung des COD-Liganden wurden in den Rhodium-(I)-Komplexen der zwei Diastereomeren des 2,4-Bis[(R,R)-2,5-dimethylphospholanyl]pentans beobachtet. Für das [(COD)Rh((R,R)-2,4-bis[(R,R)-2,5-dimethylphospholanyl]-pentan)]OTf wird ein relativ großer Wert gefunden (19.3°). Im (SS,RR)-Isomer dieses Komplexes
ist dieser Winkel wesentlich kleiner (2.6°).161 Die sterische Wechselwirkung des Diolefinliganden mit der Dimethylamino-Gruppe kann anhand der Bindungswinkel Rh-N-Me beobachtet werden. Im (R,RR)-31 ist der Winkel zur equatorialen NMe-Gruppe Rh-N-C(4) 115.6(2)°
aufgrund von sterischen Wechselwirkungen zu der cis-ständigen Doppelbindung aufgeweitet,
während der Winkel zur axialen NMe-Gruppe Rh-N-C(3) 102.1(2)° deutlich kleiner ist. In
dem anderen Diastereomer (S,RR)-31 ist der Winkel zur equatorialen NMe-Gruppe Rh-NC(16) mit 114.1(3)° ebenfalls deutlich aufgeweitet, jedoch weist der Winkel zur axialen NMeGruppe Rh-N-C(15) 110.7(3)° hier nur eine geringfügige Verzerrung auf.
In vielen Fällen wird ein Zusammenhang zwischen der Konformation des Diolefinliganden in
den Festkörperstrukturen chiraler Rhodium-(I)-Diolefin-Komplexe und der Konfiguration der
durch asymmetrische Hydrierung erzeugten Produkte beobachtet.17,69-72,156,162 Die Konformation des Rhodium-(I)-Diolefin-Fragments von (S,RR)-31 und (R,RR)-31 entspricht der im
[(S,S)-CHIRAPHOS-Rhodium-(I)-NBD]ClO4 beobachteten Konformation. Es ist somit zu erwarten, dass bei der Hydrierung von Dehydroaminosäuren mit den DuPHAMIN-Rhodium(I)-Komplexen (S,RR)-31 und (R,RR)-31, wie beim Einsatz des (S,S)-CHIRAPHOS-Rhodium-(I)-Komplexes, bevorzugt (R)-Aminosäuren gebildet werden.164 Dies konnte durch die
Hydrierungsexperimente mit (S,RR)-31 und (R,RR)-31 bestätigt werden (Kapitel 7.2).
52
C8
C5
C14
C13
C15
C7
C16
C1
C12
C10
C11
C2
P1
N
Pd
C9
C3
C21
C4
C6
C22
C20
Abbildung 28: Struktur des Komplexkations von (SPdR,RR)-33.
Das koordinierte Allyl-Anion im Komplex (R,RR)-33 zeigt η3-Koordination an das Palladium
(Abbildung 28). Das in der Festkörperstruktur beobachtete Isomer (SPdR,RR)-33 weist S-Konfiguration am Palladium auf. Die Orientierung des Allyl-Liganden am Palladium wird hier gemäß der CIP-Regeln für koordinierte Polyhapto-Liganden beschrieben (Abbildung 29). Der
Schwerpunkt des Allyl-Liganden (näherungsweise das zentrale C-Atom C(20)) wird wie ein
Substituent mit der Ordnungszahl 18 (Summe der Ordnungszahlen der koordinierten Atome
3*C) an einem trigonal-pyramidalem Palladium-Zentrum behandelt.165 Der Allyl-Ligand ist
mit den Atomen C(21) und C(22) nahezu coplanar zu der durch N, Pd und P(1) aufgespannten
Ebene an das Palladium koordiniert. Der Dihedralwinkel zwischen den Ebenen N-Pd-P(1)
und C(22)-Pd-C(21) liegt bei 4.5(2)°.
P
P
Pd
N
H
Pd
N
H
(SPdR,RR)-33
(RPdR,RR)-33
P
P
Pd
H
N
(RPdS,RR)-33
Pd
H
N
(SPdS,RR)-33
Abbildung 29: Die Isomeren der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe des DuPHAMINs 6.
53
7.2
Untersuchung der katalytischen Eigenschaften der Rhodium- und
Palladium-Komplexe des DuPHAMINs:
Um Einblicke in die katalytischen Eigenschaften des DuPHAMINs 6 zu erhalten, wurden
sowohl die asymmetrische Hydrierung, als auch die asymmetrische allylische Substitution anhand von einfachen Beispielreaktionen untersucht.
So wurden (Z)-α-Acetamido-Zimtsäuremethylester (MAC), α-Acetamido-Acrylsäuremethylester (AAM) und Ithaconsäuredimethylester (ITA) unter Einsatz der Rhodium-(I)-Komplexe
31 bzw. 32 mit Wasserstoff hydriert (Gleichung 20).
O
OMe
R
Gleichung 20:
O
"Rh"/ H2 (5 bar)
R´
OMe
H
R´
R
MeOH
Rhodium-katalysierten asymmetrische Hydrierung. R = H, Ph; R´ = –NHCOCH3,
–CH2CO2CH3; “Rh“= (R,RR)-31, (S,RR)-31, (R,RR)-32, (S,RR)-32.
Bei den Hydrierungsreaktionen mit dem Rhodium-(I)-COD-Komplex (R,RR)-31 als Präkatalysator wurde bei 5 bar Wasserstoffdruck und 20 °C Reaktionstemperatur nach 10-12 Stunden
Reaktionszeit vollständiger Umsatz der Substrate beobachtet (Tabelle 15). Die Hydrierung
von MAC mit (R,RR)-31 ergab (R)-N-Acetyl-Phenylalaninmethylester in 95 % ee. Bei Hydrierungsversuchen mit dem anderen Diastereomeren (S,RR)-31 wurde bei 20 °C keine Reaktion beobachtet. Die Hydrierung fand hier erst bei erhöhter Temperatur (60 °C) statt und
führte zu dem gleichen Enantiomeren des (R)-N-Acetyl-Phenylalaninmethylesters. Die beim
Einsatz von (S,RR)-31 beobachtete Selektivität war deutlich geringer (60 % ee). Aufgrund der
geringen Aktivität von (S,RR)-31 gegenüber Wasserstoff wurde der analoge NBD-Komplex
(S,RR)-32 eingesetzt, der die Hydrierung schon bei 20 °C mit der gleichen Selektivität wie
(S,RR)-31 katalysiert.166-168 Die Hydrierung von AAM bzw. ITA zeigte nur geringe Selektivitäten. Ein deutlicher Unterschied zwischen den Rhodium-(I)-Komplexen der beiden Diastereomeren DuPHAMINs 6 ist hierbei nicht zu beobachten.
Tabelle 15:
Katalysator
Ergebnisse der Rhodium-katalysierten Hydrierung mit den beiden Diastereomeren des
DuPHAMINs. (1 mol % Katalysator, Methanol, 5 bar H2)
Olefin
Temperatur(°C) Zeit(h)
Umsatz (%)
ee (%)
O
O
O
(R,RR)-31
(R,RR)-31
(R,RR)-31
(R,RR)-32
(S,RR)-31
(S,RR)-32
(S,RR)-32
(S,RR)-32
MAC
AAM
ITA
MAC
MAC
MAC
AAM
ITA
20
20
20
20
60
20
20
20
12
12
11
10
12
10
10
12
100
100
100
100
100
100
100
100
95
30
41
96
60
60
25
43
R
R
S
R
R
R
R
S
N
H
MAC
O
O
O
AAM
O
O
ITA
N
H
O
O
54
Die Palladium-katalysierte allylische Substitution wurde anhand der Reaktion von racemischem 1,3-Diphenylallylacetat mit Natriummalonaten untersucht (Gleichung 22). Die aktive
Palladiumspezies wurde in situ durch Reaktion des Liganden 6 mit Pd2dba3 erzeugt. Der intermediär gebildete Palladium-(0)-Komplex des DuPHAMINs 6 reagiert durch Zugabe von 1,3Diphenylallylacetat durch oxidative Addition zu einem η3-1,3-Diphenylallyl-Palladium-(II)Komplex (Gleichung 21).169
AcO
N
P
Ph
0
Pd dba
N
P
- 1/2 dba
Ph
Ph
N
1/2 Pd2dba3
II
Pd
P
- dba
OAc
Ph
Gleichung 21:
Präformierung des Pd-Katalysators für die asymmetrische allylische Substitution.
Die Natriumsalze der Malonsäuredialkylester reagieren durch Palladium-katalysierte allylische Substitution mit Palladium-Komplexen des DuPHAMINs 6 zu den C-C-Knüpfungsprodukten (Gleichung 22). Nach 10-12 Stunden wurde jeweils ein vollständiger Umsatz der
Edukte beobachtet. Die Selektivitäten der DuPHAMIN-Komplexe waren mit 25 % bis 63 %
ee allerdings nur gering (Tabelle 16).
RO2C
AcO
Ph
Ph
Ph
N
P
CO2R
CO2R
0
Pd
Ph
CO2R
Ph
Ph
1 mol %:
Pd2dba3/
(R,RR)-6
oder
(S,RR)-6
Ph
N
II
Pd
P
OAc
Ph
CO2R
Na
NaOAc
CO2R
Gleichung 22:
Vereinfachter Katalysezyklus der Palladium-katalysierten asymmetrischen allylischen
Substitution, R = Me, Et.
Tabelle 16:
Ergebnisse der Palladium-katalysierten allylischen Substitution mit den beiden
Diastereomeren des DuPHAMINs. (1 mol % Katalysator, THF, T = 20 °C)
Katalysator
R´´
Zeit (h)
Umsatz (%)
ee (%)
(R,RR)-33
(R,RR)-33
(S,RR)-33
(S,RR)-33
Me
Et
Me
Et
12
12
12
10
100
100
100
100
63
33
52
25
R
R
R
R
55
7.3
NMR-Spektroskopische Untersuchung der diastereomeren
DuPHAMIN-Komplexe 31-34:
Die Rhodium-(I)-Diolefin-Komplexe und die Palladium-(II)-Komplexe des DuPHAMINs 6
wurden eingehend NMR-spektroskopisch untersucht. Die 1H-NMR- und 13C{1H}-NMR-Resonanzen wurden mittels der HH-COSY, HC-HMQC-, HC-HMBC- und HH-NOESY-Spektren den einzelnen Atomen zugeordnet. Die räumliche Anordnung der Liganden wurde anhand eingehender Analyse der HH-NOESY-Spektren bestimmt. Weiterhin wurden dynamische Prozesse der Rhodium-(I)-Diolefin-Komplexe und der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe durch HH-EXSY-Spektroskopie untersucht.
7.3.1
NMR-Spektren der DuPHAMIN-Komplexe:
Zur Untersuchung der DuPHAMIN-Komplexe (31-34) durch NMR-Spektroskopie ist eine
detaillierte Beschreibung der NMR-Spektren von Nutzen. Im folgenden Kapitel werden vor
allem die relevanten 1H-NMR-Daten der DuPHAMIN-Komplexe (31-34) behandelt.
A
Me(c)
6
β
1
P
Me(b)
a
b
N
c c
Me(1)
β
Rh
D
Me(6)
H(a)
αα
H(β)
(R,RR)-32
H(α)
H(D)
H(A)
Me(c)
Me(b)
Me(6)
Me(1)
H(a)
H(α)
H(β)
H(D)
(S,RR)-32
H(A)
8.0
7.0
6.0
5.0
4.0
(ppm)
3.0
2.0
1.0
Abbildung 30: 400.13 MHz 1H-NMR-Spektren (CD3COCD3, 298 K) der DuPHAMIN-Rhodium-(I)NBD-Komplexe. (R,RR)-32 oben, (S,RR)-32 unten.
Man beobachtet in den 1H-NMR-Spektren die charakteristischen Signale der Phospholan-Methyl-Gruppen Me(1) und Me(6), die als Dublett von Dubletts erscheinen (Abbildung 30).
Durch den Vergleich mit den 1H{31P}-NMR-Spektren konnten die Kopplungskonstanten 3JPH
ermittelt werden. In den 1H-NMR- und 13C{1H}-NMR-Spektren der DuPHAMIN-Komplexe
56
31-34 lassen sich die Methyl-Substituenten am Phospholanring anhand der Kopplungskonstanten 3JPH, 2JPC und gegebenenfalls 3JRhC stereochemisch eindeutig den Resonanzen zuordnen.58,59 Wie schon frühere Untersuchungen des racemischen trans-2,5-Dimethylphospholans
und dessen Molybdän-, Wolfram-, Palladium- und Silber-Komplexe ergaben, hängt die Größe
der Kopplungskonstanten 3JPH und 2JPC für die Methyl-Gruppen Me(1) und Me(6) von deren
Stellung zu der Phosphor-Metallbindung ab.170 Bei cis-Stellung von Substituenten zur Phosphor-Metallbindung beobachtet man eine größere Aufspaltung der 1H-NMR- und der 13CNMR-Resonanzen durch Kopplungen zum Phosphoratom (Me(6)). Im Falle der Rhodium-(I)NBD-Komplexe 32 lassen sich für die 13C-NMR-Resonanzen von Me(6) zusätzliche Aufspaltungen durch 3JRhC-Kopplung beobachten (Tabelle 17).
Tabelle 17:
1
H-NMR- und 13C{1H}-NMR-Daten der Methyl-Substituenten der 2,5-Dimethylphospholan-Gruppe der Übergangsmetallkomplexe des DuPHAMINs.
Me(1)
δH
[ppm]
(S,RR)-31
(R,RR)-31
(S,RR)-32
(R,RR)-32
(S,RR)-33ma
(S,RR)-33mi
(R,RR)-33ma
(R,RR)-33mi
(S,RR)-34
(R,RR)-34
0.91
1.29
0.89
1.18
0.99
0.91
1.20
1.08
0.90
1.23
3
JPH
[Hz]
15.0
14.2
14.9
14.3
15.8
15.8
15.2
15.3
17.3
16.3
δC
[ppm]
14.05
13.54
14.31
14.80
15.33
15.77
*
*
15.05
14.00
2
JPC
[Hz]
0.8
1.3
2.0
2.5
3.3
3.8
1.3
1.3
Me(6)
δH
[ppm]
1.82
1.70
1.84
1.64
1.18
1.39
1.28
1.43
1.74
1.67
3
JPH
[Hz]
18.1
17.3
18.2
17.6
20.3
20.0
19.9
19.8
19.6
19.2
δC
[ppm]
19.62
18.02
18.91
18.15
19.29
19.08
*
*
18.25
16.42
2
JPC
[Hz]
9.7
6.6
10.7
8.1
12.7
12.2
3
JRhC
[Hz]
1.0
1.0
6.1
4.1
* Die Zuordnung dieser Signale ist wegen Überlagerungen unsicher.
Die 1H-NMR-Resonanzen der CH(a)-Me(b)-Gruppen in den Komplexen 31-34 werden jeweils als ein Dublett für Me(b) (3JH(a)H(b) ≅ 6.5 Hz) und ein Dublett von Quartetts für H(a)
(4JPH(a) ≅ 1-2 Hz) registriert. Bedingt durch Koordination der Dimethylamino-Gruppe erscheinen die beiden N-Methyl-Gruppen Me(c) sowohl in den 1H-NMR-Spektren als auch in
den 13C{1H}-NMR-Spektren als getrennte Signale. Das jeweils zu höherem Feld detektierte
13
C{1H}-NMR-Signal der axialen N-Methyl-Gruppe Me(c ax) zeigt, wie schon bei (R,R)-5
(Kapitel 3.3) beobachtet, sowohl in den Spektren der Rhodium- (31, 32) als auch der
Palladium-Komplexen (33, 34) jeweils eine Kopplung zum Phosphor (3JPC = 1.8-3.3 Hz).
Für die aromatischen Protonen beobachtet man im 1H-NMR-Spektrum drei Multipletts im erwarteten Bereich von 7.0-8.0 ppm. Das jeweils zu höherem Feld beobachtete NMR-Signal für
die aromatischen Protonen ist dem zum Phosphoratom ortho-ständigen H(A) zuzuordnen. Das
bei tieferem Feld detektierte 1H-NMR-Signal für die aromatischen Protonen ist dem zur 1-Dimethylaminoethyl-Gruppierung ortho-ständigen Proton H(D) zuzuschreiben. Die Signale der
CH- und CH2-Protonen H(2-5) der Phospholan-Gruppe erscheinen als mehrere komplizierte
Multipletts im Bereich von 1.0 bis 3.0 ppm.
57
Die olefinischen Protonen der Rhodium-(I)-Diolefin-Komplexe 31 und 32 werden in den 1HNMR-Spektren jeweils als vier Multipletts registriert, die Signale der cis zur Amino-Gruppe
koordinierten Doppelbindungen (H(α)) erscheinen bei tieferem Feld (5.0-6.0 ppm) als die
Signale der cis zum Phosphoratom angeordneten Doppelbindungen (H(β)) (4.0-4.5 ppm)
(Abbildung 30). Im 13C{1H}-NMR-Spektrum beobachtet man wie in den Spektren von Verbindung (R,R)-5, (R)-18 und (R)-18a größere Kopplungsaufspaltungen 2JPC für die transständigen Doppelbindungen (5-8 Hz) als für die zum Phosphoratom cis-ständigen Doppelbindungen (0-1.5 Hz).
H(12)ma,mi
H(13s)mi
6.00
5.90
5.80
(ppm)
5.70
4.80
4.76
H(13s)ma
4.72
4.68
(ppm)
H(11s)ma
H(11s)mi
H(13a)ma
H(a)
H(13a)mi
4.64
4.1 4.0 3.9 3.8 3.7 3.6 3.5 3.4
(ppm)
H(b)
H(c ax)
H(c eq)
H(b)
H(A)
H(1)
H(11a)
H(D)
1
A
6
H
b
H
13a
N
c
c
H(b)
H(c eq)
H
12
Pd
a
H(11a)
11s
H
11a
P
D
(R,RR)-33
H(6)
H(B,C)
H(c ax)
H
13s
(S,RR)-33
H(b)
H(6)
H(B,C)
H(A)
H(D)
H(11a)
7.0
6.0
5.0
4.0
(ppm)
3.0
H(13a)mi
H(13s)mi
5.90
5.80
(ppm)
5.70
2.0
H(13s)ma
H(12)mi
6.00
H(11a)
H(13a)ma
H(12)ma
4.80
4.76
4.72
4.68
(ppm)
4.64
H(1)
H(11s)ma
1.0
H(a)
H(11s)mi
4.1 4.0 3.9 3.8 3.7 3.6 3.5 3.4
(ppm)
Abbildung 31: 400.13 MHz 1H-NMR-Spektren(CD2Cl2, 298 K) der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe
(R,RR)-33 und (S,RR)-33. Die Resonanzen der η3-Allyl-Protonen sind als Ausschnitte
vergrößert dargestellt.
In den 1H-NMR-Spektren der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe (R,RR)-33 und (S,RR)-33
beobachtet man getrennte Signalsätze für die Isomeren 33ma bzw. 33mi (Abbildung 31). Für
58
die koordinierten Allyl-Liganden der Komplexe (R,RR)-33 und (S,RR)-33 erscheinen in den
H-NMR-Spektren jeweils fünf Resonanzen für ein Isomer (Abbildung 31). Das Methinproton H(12) wird als Multiplett bei 5.7-6.0 ppm beobachtet. Die cis zum Stickstoffatom koordinierte CH2-Gruppe (13) zeigt im 1H-NMR-Spektrum für das syn-H-Atom H(13s) ein Multiplett bei 4.6-4.8 ppm und für das anti-H-Atom H(13a) ein Multiplett im Bereich von 3.7-4.1
ppm. Die Bezeichnungen syn bzw. anti beziehen sich auf die Stellung der Protonen zum
zentralen Wasserstoffatom H(12). Die Signale der cis zum Phosphoratom koordinierte CH2Gruppe (11) erscheinen bei 3.5-3.9 ppm für das syn-H-Atom H(11s) und bei 2.4-3.4 ppm für
das anti-H-Atom H(11a).
1
7.3.2
Stereochemische Analyse der DuPHAMIN-Komplexe 31-34 durch
2D-NOE-Spektroskopie:
Die Untersuchungen der Übergangsmetall-Komplexe 31-34 des DuPHAMINs 6 durch 2DNOE-Spektroskopie sollen zum Vergleich der Strukturen dieser Komplexe in Lösung mit den
Festkörperstrukturen dienen. Von besonderem Interesse ist die Konformationsanalyse der
P,N-Chelatringe und der Einfluss der beiden Diastereomeren des DuPHAMINs (R,RR)-6 und
(S,RR)-6 auf die koordinierten Olefinliganden.
Die ortho-ständigen Protonen der Phenylengruppierung H(A) und H(D) sind wichtige Bezugspunkte für die Konformationsanalysen der P,N-Chelatringe mittels NOE-Spektroskopie.
Die Konformation der koordinierten P,N-Liganden 6 kann anhand der in Abbildung 32 skizzierten NOE´s ermittelt werden.
c
b
a
a
P
P
M
H
d
c
b
H
N
M
N
d
Abbildung 32: Darstellung der P,N-Chelatringe der Komplexe des DuPHAMINs, λ-(S,RR)-6-M (links);
δ-(R,RR)-6-M (rechts). Die zur Konformationsanalyse des P,N-Chelatrings genutzten
NOE´s werden durch Pfeile dargestellt. Kennzeichnung der NOE´s: a) H(A)↔Me(1),
b) H(A)↔H(3,4), c) H(A)↔H(5), d) H(D)↔H(a).
Zur Ermittlung der Chelatringkonformationen der Komplexe 31-34 beider Diastereomeren
des DuPHAMINs (S,RR)-6 und (R,RR)-6 ist die Stellung der benzylischen Methyl-Gruppe
von großer Bedeutung. Man beobachtet jeweils einen starken NOE (d) zwischen dem benzylischen Proton H(a) und dem ortho-ständigen aromatischen Proton H(D). Die Protonen der
benzylischen Methyl-Gruppe Me(b) zeigen keinen oder nur einen sehr schwachen NOE zu
Proton H(D). Weiterhin wird wie bei dem Rhodium-Komplex (R,R)-5 jeweils nur ein NOE
für Wechselwirkungen zwischen den Protonen der Methyl-Gruppe Me(b) und der equatoria-
59
len N-Methyl-Gruppe Me(c) detektiert (Kapitel 3.3). Die beobachteten NOE´s sind mit der
axialen Orientierung der Methyl-Gruppe Me(b) zu erklären.63 Aus diesen Beobachtungen
folgt δ-Konformation für die P,N-Chelatringe der Komplexe von (R,RR)-6 und λ-Konformation für die P,N-Chelatringe der Komplexe von (S,RR)-6 (Abbildung 8, Seite 12). Die P,N-Chelatringkonformationen lassen sich außerdem anhand von NOE´s zwischen den Protonen der
2,5-Dimethylphospholan-Einheit und den ortho-ständigen aromatischen Protonen H(A) bestimmen.
c
H(5)
d
H(A)
a
P
M
7 .1
7 .2
d
NMe2
H(a)
7 .3
b
c
a
7 .4
7 .5
Me(1)
7 .6
λ−(S,RR)
3 .2
2 .8
2 .4
2 .0
1 .6
1 .2
d
H(5)
c
7 .1
M
P
H(a)
NMe2
7 .2
d
7 .3
7 .4
c
H(A)
Me(1)
a
7 .5
7 .6
3 .2
a
b
2 .8
2 .4
2 .0
1 .6
1 .2
δ-(R,RR)
Abbildung 33: Graphische Darstellung der NOE´s zur Ermittlung der Chelatringkonformationen und
Ausschnitte aus den 400.13 MHz HH-NOESY-Spektren (CD2CL2, 298 K, tmix = 0.5 sec),
λ-(S,RR)-34 oben, δ-(R,RR)-34 unten. Bezeichnung der Kreuzsignale: a) H(A)↔H(1), b)
H(A)↔H(3,4), c) H(A)↔H(2), d) H(D)↔H(a).
Hierbei sind Intensitätsvergleiche der NOESY-Kreuzsignale (a) und (c) besonders hilfreich
(Abbildung 33). In den HH-NOESY-Spektren der Komplexe von (S,RR)-6 und (R,RR)-6 erscheinen die NOESY-Kreuzsignale (a) und (c) mit verschiedenen Intensitätsmustern. Man beobachtet in den HH-NOESY-Spektren der Komplexe des Diastereomeren (S,RR)-6 für das
Kreuzsignal (a) eine wesentlich geringerer Intensität als für Signal (c). In den HH-NOESYSpektren der Komplexe des anderen Diastereomeren (R,RR)-6 verhält es sich umgekehrt,
Kreuzsignal (a) weist hier eine größere Intensität als Signal (c) auf. Dieser Unterschied lässt
sich durch unterschiedliche Orientierungen der Phenylen-Einheit in den Diastereomeren erklären. Die Phenylen-Einheit ist in den Komplexen von (S,RR)-6 in Richtung von H(5) geneigt und in den Komplexen von (R,RR)-6 in Richtung der Methyl-Gruppe Me(1). In
Abbildung 33 sind die daraus resultierenden Konformationen skizziert und exemplarisch die
entsprechenden Ausschnitte aus den HH-NOESY-Spektren der Palladium-(II)-Komplexe
(S,RR)-34 und (R,RR)-34 abgebildet. Die Komplexe 31, 32 und 33 zeigen jeweils vergleichbare Spektren für die zwei Diastereomeren. Die beobachteten HH-NOESY-Kreuzsignal-Muster
60
bestätigen somit λ-Konformation für die Komplexe von (S,RR)-6 und δ-Konformation für die
Komplexe von (R,RR)-6.
Neben der Konformation der P,N-Chelatringe ist der Einfluss der P,N-Liganden auf weitere
an die Metallzentren koordinierte Liganden von Interesse. Wie schon bei der Betrachtung der
Festkörperstrukturen von (R,RR)-31 und (S,RR)-31 (Kapitel 7.1) festgestellt wurde, liegen in
Rhodium-(I)-Diolefin-Komplexen chiraler Liganden die Mittelpunkte der koordinierten Doppelbindungen nicht in der durch die Atome P, Rh und N aufgespannten Ebene. Aufgrund sterischer Wechselwirkungen beobachtet man eine Drehung des Diolefinliganden aus der idealen
Koordinationsgeometrie. Da die Konformationen der Rhodium-(I)-Diolefin-Einheiten in den
Festkörperstrukturen mit der Selektivität der Komplexe bei der asymmetrischen Hydrierung
korreliert werden, ist die Orientierung des Diolefinliganden auch im gelösten Zustand ebenfalls von Interesse.17,164 Zur Bestimmung der Konformation der Rhodium-(I)-Diolefin-Einheit
dienen die NOE´s zwischen der Dimethylaminoethyl-Gruppierung und der cis zum Stickstoffatom koordinierten Doppelbindung (Abbildung 34, [e]). Die NOE´s zwischen den Phospholanprotonen und den olefinischen Protonen sind wegen zu geringer Intensitätsunterschiede der
HH-NOESY-Kreuzsignale nicht zweifelsfrei zu deuten.
(ppm)
(ppm)
j
j
l
4.00
h
n
g
5.00
e
g
x
n
f
5.00
4.00
3.00
b
a
2.00
1.00
6.00
e
7.00
c
p
e
6.00
d
4.00
k
5.00
x
e
(ppm)
l
m
l k m
7.00
d
c
(ppm)
5.00
4.00
3.00
b
2.00
a
1.00
Abbildung 34: 400.13 MHz HH-NOESY-Spektren (CD3COCD3, 298 K, tmix = 0.5 sec) von (S,RR)-32
(links) und (R,RR)-32 (rechts). Bezeichnung der Kreuzsignale: a) H(A)↔H(1), b)
H(A)↔H(3,4), c) H(A)↔H(5), d) H(D)↔H(a), e) Me(c)↔H(β) (als Ausschnitt vergrößert), f)
(α)↔Me(b), g) H(α)↔H(α), h) H(β)↔H(β), j) H(a)↔Me(b,c), k) H(6)↔H(β), l)
(3,4,5)↔H(β), m) NBD (CH2)↔H(β), n) H(α)↔NBD (CH), p) H(β)↔NBD (CH2), x) EXSY:
H(β)↔H (α).
Für die Stellung der Dimethylamino-Gruppe zu der cis-koordinierten Doppelbindung gibt es
grundsätzlich zwei Möglichkeiten. Weisen die Winkelhalbierenden Me-N-Me und C-Rh-C
auf die gleiche Seite der Koordinationsebene, so kann die Konformation als ekliptisch beschrieben werden (Abbildung 35, links). Weisen die Winkelhalbierenden Me-N-Me und CRh-C jeweils auf entgegengesetzte Seite der N-Rh-P-Ebene, so ist dies als gestaffelt zu beschreiben (Abbildung 35, rechts). Eine ekliptische Anordnung führt zu vier NOESY-Signalen
61
(e) mit großer bis mittlerer Intensität. Bei einer gestaffelten Orientierung ist der Abstand
zwischen der axialen NMe-Gruppe und einem olefinischen Proton sehr stark angewachsen, so
dass nur noch drei deutliche NOESY-Signale (e) zu erwarten sind.
Me
Me
Me
N
Me
N
Rh
Rh
Abbildung 35: Darstellung der möglichen Orientierungen der NMe2-Gruppierung zu der cis-koordinierten Doppelbindung (links: ekliptisch, rechts: gestaffelt).
Die aus den Konformationen resultierenden NOE´s (e) sind als Pfeile eingezeichnet.
Weiterhin kann durch die Beobachtung von NOE-Kontakten (f) zwischen der benzylischen
Methyl-Gruppe Me(b) und den olefinischen Protonen H(α) (cis-N) die Orientierung des Diolefinliganden belegt werden. Ein beobachtbarer NOE (f) ist aufgrund der axialen Orientierung von Me(b) nur für eine gestaffelte Orientierung zu erwarten, da in der gestaffelten Anordnung die Doppelbindung und die benzylische Methyl-Gruppe Me(b) auf die gleiche Seite
der Koordinationsebene weisen (Abbildung 36).
f
e
P
P
Rh
H
Rh
N
e
(S,RR)-31
H
N
e
(R,RR)-31
Abbildung 36: Graphische Darstellung der NOE´s zur Bestimmung der Orientierung eines
Diolefinliganden relativ zum Rhodium-(I)-DuPHAMIN-Fragment.
Nach Betrachtung der Festkörperstrukturen der Rhodium-(I)-COD-Komplexe werden für das
Isomer (S,RR)-31 vier und für (R,RR)-31 drei deutliche NOE´s zwischen den NMe2-Gruppen
und den olefinischen Protonen H(α) erwartet (Abbildung 27, Seite 51). In den HH-NOESYSpektren der Diastereomeren von 31 und 32 ist jedoch ein entgegengesetztes Erscheinungsbild zu beobachten (Abbildung 34,[e]). Die Rhodium-(I)-Komplexe (S,RR)-31 und (S,RR)-32
zeigen drei NOE-Kontakte (e) zwischen den NMe-Substituenten und den Protonen der cis-koordinierten Doppelbindung und auch einen NOE (f) zwischen Me(b) und einem der beiden
olefinischen Protonen H(α). Die diastereomeren Rhodium-(I)-Komplexe (R,RR)-31 und
(R,RR)-32 zeigen hingegen vier deutliche NOE´s (e) zu den Protonen der cis-koordinierten
Doppelbindung H(α). In den Komplexen (R,RR)-31 und (R,RR)-32 kann aufgrund der beob-
62
achteten NOE´s eine ekliptische Konformation für die koordinierte Doppelbindung und die NMe2-Gruppe angenommen werden und in (S,RR)-31 und (S,RR)-32 eine gestaffelte Konformation. Diese Beobachtung wiederspricht somit den für (R,RR)-31 und (S,RR)-31 ermittelten
Festkörperstrukturen (Abbildung 27, Seite 51). Da die Konformationen der P,N-Chelatringe
in den Festkörperstrukturen durch die NOE-Untersuchungen bestätigt werden konnten, ist der
Wechsel der Orientierung der NMe2-Gruppen zu den cis-koordinierten Doppelbindungen
durch eine Inversion der Rhodium-(I)-Diolefin-Chelatringe von der Konformation λolef. zu
δolef. zu erklären.
Die HH-NOESY-Spektren der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe (R,RR)-33 und (S,RR)-33
geben Informationen über die Orientierung der koordinierten Allyl-Liganden. Anhand der
NOE´s zwischen der dem Palladium zugewandten Methyl-Gruppe Me(6) und dem Allyl-Liganden können die Konformationen der Palladium-Allyl-Einheiten in den beiden Isomeren
von (R,RR)-33 und (S,RR)-33 bestimmt werden.171,172 Die in höherer Konzentration vorliegenden Isomeren (R,RR)-33ma und (S,RR)-33ma weisen jeweils S-Konfiguration am Palladium
auf. Dies ist durch NOE´s von Me(6) zu den anti-H-Atomen H(11a) der cis-ständigen CH2Gruppen der Allyl-Liganden zu erklären. Für die Isomeren (R,RR)-33mi und (S,RR)-33mi
wird dieser NOE nicht beobachtet, hier werden im Einklang mit R-Konfiguration am Palladium NOE-Kontakte von Me(6) zu den syn-H-Atomen H(11s) des Allyl-Liganden beobachtet
(Abbildung 37).
Anhand der NOESY-Signale der Dimethylamino-Gruppe kann die Stereochemie des Palladiums nicht ermittelt werden. Für die Protonen der cis zur Amino-Gruppe koordinierten CH2Gruppe (13) werden für alle Isomeren jeweils deutliche NOE´s zwischen der equatorialen
NMe-Gruppe und dem anti-H-Atom H(13a) des Allyl-Liganden beobachtet. Die Signale der
entsprechenden syn-H-Atome lassen sich aufgrund von Überlagerungen mit Signalen der
Phospholan-Einheit nicht zur Bestimmung der Konformation des Allyl-Liganden nutzen.
H
N
H
H
NH
H
Pd
H
H
P
H
H
H
H
H(11a) <->Me(6)
(SPd S,RR)-33ma
P
Pd
H
H(11s) <->Me(6)
(RPd S,RR)-33mi
Abbildung 37: Skizze zur Bestimmung der Orientierung der Allyl-Liganden in den η3-Allyl-Palladium(II)-Komplexen des DuPHAMINs am Beispiel von (S,RR)-33.
Anhand der HH-NOESY-Spektren der Komplexe (S,RR)-31-34 und (R,RR)-31-34 wurden die
durch die Röntgenstrukturanalysen ermittelten P,N-Chelatringkonformationen bestätigt.
Die Orientierung der Diolefinliganden in den Festkörperstrukturen der Rhodium-(I)-DiolefinKomplexe können anhand der beobachteten NOE´s nicht bestätigt werden. Das Erscheinungsbild der HH-NOESY-Spektren belegt die Inversion der Rhodium-(I)-Diolefin-Chelatringe von
63
λolef.-Konformation im Festkörper zu δolef.-Konformation im gelösten Zustand. Inwiefern diese
Beobachtungen, zur Erklärung der unterschiedlichen Reaktivität der Rhodium-(I)-COD-Komplexe (R,RR)-31 und (S,RR)-31 dienen können, wird im folgenden Abschnitt behandelt.
Die Analyse der HH-NOESY-Spektren der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe (R,RR)-33 und
(S,RR)-33 ermöglicht die Bestimmung der Konfiguration des Palladiums in den Isomeren. Die
in höherer Konzentration vorliegenden Isomeren (R,RR)-33ma und (S,RR)-33ma weisen
jeweils, wie in der Festkörperstruktur von (R,RR)-33 ebenfalls beobachtet, S-Konfiguration
am Palladium auf.
7.3.3
Dynamische Prozesse und Reaktivität der Rhodium-(I)-DuPHAMINKomplexe:
Bei den Untersuchungen der Rhodium-(I)-COD-Komplexe (S,RR)-31 und (R,RR)-31 in der
asymmetrischen Hydrierung wurden sehr unterschiedliche Reaktivitäten dieser Komplexe gegenüber Wasserstoff beobachtet (Kapitel 7.2). Dies Verhalten ist verwunderlich, da sich die
beiden Diastereomere nur in der Konfiguration des benzylischen Kohlenstoffatoms unterscheiden. Der Komplex (S,RR)-31 geht bei 20 °C und 5 bar Wasserstoffdruck keinerlei Reaktion mit dem Wasserstoff ein. Die Hydrierung von MAC unter Verwendung von (S,RR)-31
wird erst bei 60 °C beobachtet.
Um die Ursache für die unterschiedliche Reaktivität von (R,RR)-31 und (S,RR)-31 zu finden,
wurde die Bildung der Solvenskomplexe (R,RR)-35a untersucht (Gleichung 23). Der Komplex (R,RR)-31 reagiert erwartungsgemäß bei 20 °C und 3 bar Wasserstoffdruck innerhalb
von 5 Stunden quantitativ zu dem Solvenskomplex (R,RR)-35a und Cyclooctan. Im Gegensatz dazu konnte nach 8-tägiger Einwirkung von 3 bar Wasserstoff auf eine Lösung von
(S,RR)-31 bei 20 °C keine Reaktion beobachtet werden. In der Reaktionslösung wurde kein
1
H-NMR-Signal für das leicht zu detektierende Cyclooctan (δH = 1.51 ppm (s, 16H)), dem er-
warteten Hydrierungsprodukt, beobachtet. Man detektiert lediglich ein unverändertes 1HNMR-Spektrum des Komplexes (S,RR)-31.
N
H2 (3 bar)
N
Rh
20° C
P
PF6
5h
(R,RR)- 31
Rh(Solv)2
P
PF6
(R,RR)- 35a
N
H2 (3 bar)
Rh
20° C
P
PF6
8d
(S,RR)-31
Gleichung 23
Reaktion von (R,RR)-31 und (S,RR)-31 mit Wasserstoff.
+
64
Hinweise auf das unterschiedliche Verhalten von (S,RR)-31 und (R,RR)-31 erhält man aus den
HH-EXSY-Spektren der Verbindungen (Abbildung 38).150-153 In den HH-EXSY-Spektren von
(R,RR)-31 beobachtet man Austauschsignale hervorgerufen durch den paarweisen Austausch
von olefinischen CH-Gruppen. Das Erscheinungsbild des HH-EXSY-Spektrums von (R,RR)31 steht im Einklang mit dem Mechanismus der Diolefinrotation in Rhodium(I)-Komplexen.
Die „ Rotation“ eines an ein d8-Übergangsmetallatom gebundenen Diolefinliganden erfolgt
nach Spaltung einer der Metall-Olefinbindungen. Die weiterhin an das Metall gebundene
Doppelbindung kann um die Metall-Olefin-Achse des intermediär gebildeten 14-ElektronenKomplexes rotieren. Diese Rotation ist erlaubt und sogar begünstigt. In vergleichbaren Übergangsmetallkomplexen der Zusammensetzung L2M(d8)–|| ist das Olefin bevorzugt coplanar zu
der Ebene L-M-L koordiniert.173-175 Die Rekoordination der abgelösten Doppelbindung kann
durch Rotation des Diolefins zu zwei Seiten erfolgen. Man erhält entweder einen Komplex
mit der gleichen Anordnung des Diolefins oder einen Komplex mit einem um 180° gedrehten
Diolefinliganden (Abbildung 38, unten).176,177 Die Rotation des Diolefins kann alternativ über
einen intermediären 18-Elektronen-Komplex mit fünffach koordiniertem Metallzentrum verlaufen.178,179 Nach Koordination eines zusätzlichen Donors kann der Diolefinligand ohne
vorherige Metall-Olefin-Bindungsspaltung rotieren. Als zusätzlicher Donor können das Lösungsmittel oder ein weiterer Ligand, wie Halogenidionen oder Spuren nicht koordinierten
Phosphans fungieren. Dieser bimolekulare Mechanismus erscheint in diesem Fall weniger
wahrscheinlich, weil das Phänomen der Diolefinrotation hier keine deutliche Lösungsmittelabhängigkeit zeigt und auch nach mehrfacher Aufreinigung der Komplexe durch Kristallisation unverändert beobachtet werden kann.
3.2
3.6
3.6
4.0
4.0
4.4
4.4
4.8
4.8
5.2
5.2
5.6
5.6
5.6
a
Rh
5.2
4.8
4.4
Rh
A
4.0
3.6
5.6
a
Rh
A
5.2
4.8
A
a
4.4
4.0
3.6
A
Rh
a
Abbildung 38: oben: 400.13 MHz HH-NOESY/EXSY-Spektren (CD2Cl2, 298 K, tmix = 1s) von (R,RR)-31
(links) und (S,RR)-31 (rechts). Die EXSY-Signale sind mit Pfeilen gekennzeichnet, die
übrigen Kreuzsignale resultieren aus den NOE´s der vicinalen olefinischen Protonen.
unten : Mechanismus der „Diolefinrotation“ .
65
In den HH-EXSY-Spektren von (S,RR)-31 lässt sich im Gegensatz zu den Spektren von
(R,RR)-31 auch bei Verwendung von verschiedenen Mischzeiten (tmix.) von 0.1 bis 3.0 Sekunden bei 298 K kein Austausch beobachten.151 Dies ist ein verlässlicher Hinweis auf eine deutlich höhere Aktivierungsenergie für die „ Rotation“ des COD-Liganden von (S,RR)-31. Die
deutlich schwächere Bindung des Diolefinliganden an das Rhodiumatom im (R,RR)-31 steht
im Einklang mit den durch NOE-Spektroskopie ermittelten Strukturen der Rhodium-(I)-Komplexe (Kapitel 7.3.2). Sowohl im (R,RR)-31 als auch im (R,RR)-32 beobachtet man eine ekliptische Konformation der NMe2-Gruppe und der Rhodium-Olefin-Einheit. Eine derartige Anordnung erscheint aus sterischen Gründen ungünstiger, als die in den diastereomeren Komplexen (S,RR)-31 bzw. (S,RR)-32 beobachtete gestaffelte Orientierung. Für beide Rhodium-(I)NBD-Komplexe (R,RR)-32 und (S,RR)-32 ist die Rotation in den HH-EXSY-Spektren schon
bei 298 K zu beobachten. Die unterschiedliche Intensität der EXSY-Signale von (R,RR)-32
und (S,RR)-32 weist allerdings auf eine deutlich schnellere „ Olefinrotation“ im (R,RR)-32 im
Vergleich zu (S,RR)-32 hin.
Zur Erklärung der unterschiedlichen Reaktivität der Rhodium-(I)-COD-Komplexe (R,RR)-31
und (S,RR)-31 gegenüber Wasserstoff kann der erleichterte Angriff des H2-Moleküls an den
intermediär aus (R,RR)-31 gebildeten 14-Elektronen-Komplex mit dreifach koordiniertem
Rhodiumatom dienen.180 Am Komplex (S,RR)-31 ist die Addition von Wasserstoff hingegen
erschwert, da der COD-Ligand deutlich fester an das Rhodiumatom gebunden ist.
Die Aktivität der beiden diastereomeren Rhodium-(I)-NBD-Komplexe gegenüber elementarem Wasserstoff ist größer, da der NBD-Ligand allgemein weniger stark an das Rhodiumatom
gebunden ist. Dies ist ein in vielen Beispielen beobachtetes Phänomen und kann auf die geringere Flexibilität des bicyclischen NBD im Vergleich zum monocyclischen COD zurückgeführt werden.166-168 Die Anordnung der Doppelbindungen im NBD ist durch den konformativen Zwang des Bicyclus stärker festgelegt. Im Gegensatz dazu ermöglicht die höhere Flexibilität des COD-Liganden eine günstigere Anordnung des Diolefinliganden zum Rhodium.181,182
7.3.4
Isomerisierungsprozesse der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe des
DuPHAMINs (S,RR)-33 und (R,RR)-33:
In den NMR-Spektren der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe (S,RR)-33 und (R,RR)-33 beobachtet man ein dynamisches Verhalten. Nach der Synthese der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe ausgehend von [C3H5PdCl]2 unter Verwendung von KPF6 zur Chloridabstraktion
(Gleichung 24) erscheinen in den NMR-Spektren bei 298 K stark verbreiterte Signale (W1/2
(1H) = 10-20 Hz). Die dynamischen Prozesse führen erst bei einer Temperatur von 240 K
nicht mehr zu den starken Linienverbreiterungen (W1/2 (1H) = 1.0-0.5 Hz). Behandelt man
eine Lösung der Komplexe in CD2Cl2 mehrfach mit AgPF6, so beobachtet man 1H-NMRSpektren mit scharfen Linien (W1/2 (1H) = ~0.5 Hz, 298 K). Das dynamische Verhalten der
η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe ist auf Reaktionen der N-Pd- bzw. der Allyl-Pd-Bindungen
zurückzuführen (Gleichung 25).183,184
66
1/2 ((C3H5)PdCl)2
KPF6
N
N
P
-KCl
P
N
AgPF6
Überschuss
Pd
Pd
P
-AgCl
PF6
PF6
+ Spuren Cl
Synthese der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe 33, Chloridabstraktion mit KPF6 und
AgPF6.
Gleichung 24:
Die deutliche Verringerung der Isomerisierungsgeschwindigkeit durch vollständige Entfernung des Chlorids steht im Einklang mit den Vorstellungen zum Reaktionsmechanismus. Wie
Szabó et al. durch DFT-Rechnungen an (PH3)2Pd(η3-C3H5) zeigen konnten, verläuft die η3η1-η3-Allyl-Umlagerung an Palladiumkomplexen unter Einbeziehung eines zusätzlichen
Donors, dem Lösungsmittel oder einem alternativen, stärkeren Liganden, wie z. B. Chlorid.77,185 Der zusätzliche Donor initiiert die Isomerisierung durch einen nukleophilen Angriff
senkrecht zu der Koordinationsebene des Palladiumatoms. Anschließend folgt ein Wechsel
von η3- zu η1-Koordination des Allyl-Liganden. Auf analoge Weise kann die Verdrängung
des N-Donors durch das Chlorid erfolgen (Gleichung 25).186-189
N
P
N
N
P
D
Pd
a
D
b
d
a
P
Pd
c
D
e
b
c
N
Pd
Pd
e
P
D
e
b
c
e
b
d
d
a
a
c
d
2
2
1
1
N
Pd
H
H
Gleichung 25:
Cl
2
H Pd
H
H
1
P
P
Cl
H
N
H
Cl
H
H
H
N
H
P
Pd
H
H
H
H
Mechanismen der Isomerisierungsprozesse der η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe des
DuPHAMINs 6, D = Chlorid oder Lösungsmittel (CH2Cl2).
In den HH-EXSY-Spektren der Verbindungen (R,RR)-33 und (S,RR)-33 können diese Isomerisierungen (Abbildung 39) durch Austauschsignale zwischen den Resonanzen der isomeren
Palladium-Komplexe 33ma und 33mi beobachtet werden. Das Erscheinungsbild der HHEXSY-Spektren von (R,RR)-33 und (S,RR)-33 erlaubt es den Mechanismus der η3-η1-η3-
67
Allyl-Umlagerung genauer zu beschreiben und die intermediäre Pd-N-Bindungsspaltung bei
Gegenwart von Chlorid nachzuweisen (Gleichung 25).
Man beobachtet in Gegenwart von Chlorid deutliche EXSY-Signale (c) hervorgerufen durch
den Austausch der axialen und equatorialen NMe-Gruppen (Abbildung 39). Der Austausch
der NMe-Gruppen erfolgt durch eine Rotation um die C(a)-N-Bindung der intermediär nichtkoordinierten Amino-Gruppe (Gleichung 25). Nach der vollständigen Entfernung des Chlorids mit AgPF6 lässt sich die Spaltung der Pd-N-Bindung nicht mehr beobachten. Die η3-η1η3-Umlagerung des Allyl-Liganden kann allerdings weiterhin in den HH-EXSY-Spektren
nachgewiesen werden.
(ppm)
(ppm)
0.8
0.8
1.6
1.6
2.4
2.4
3.2
3.2
c
a
a
4.0
a
b
b
4.8
(ppm)
4.8
4.0
3.2
2.4
1.6
0.8
4.0
a
4.8
b
(ppm)
4.8
4.0
3.2
2.4
1.6
0.8
Abbildung 39: 400.13 MHz HH-EXSY-Spektren des η3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexes (R,RR)-33.
(CD2Cl2, 298 K, tmix = 1 s); links: in Gegenwart von Spuren Chlorid, rechts: nach
vollständiger Entfernung des Chlorids mit AgPF6.
Kennzeichnung der diskutierten Austauschsignale:
a) Austausch von Allyl-CH2-Protonen (trans N),
syn↔anti; anti↔syn
b) Austausch von Allyl-CH2-Protonen (trans P),
syn↔syn; anti↔anti
c) Austausch der NMe2-Gruppen,
axial↔equatorial
Die η3-η1-η3-Umlagerung des Allyl-Liganden von (R,RR)-33 und (S,RR)-33 verläuft regioselektiv durch Ablösung der trans zum Phosphoratom koordinierten CH2-Gruppe. Die Austauschsignale der beiden CH2-Gruppen des Allyl-Liganden unterscheiden sich grundlegend
(Abbildung 39 (a) und (b)). Das trans zum Phosphoratom koordinierte C-Atom (13) bleibt
während der η3-η1-η3-Umlagerung sp2-hybridisiert, so dass ein Austausch des syn-H-Atoms
H(13s) des Major-Isomeren mit dem syn-H-Atom H(13s) des Minor-Isomeren (syn↔syn)
und ein Austausch des anti-H-Atoms H(13a) des Major-Isomers mit dem anti-H-Atom
H(13a) des Minor-Isomers (anti↔anti) zu beobachten ist (b). Für die trans zum Phosphoratom koordinierten CH2-Gruppe (13) werden keine Austauschsignale zwischen syn- und antiH-Atomen beobachtet.
Die Austauschsignale (a) der trans zum Stickstoffatom koordinierten CH2-Gruppe (11) zeigen
ein anderes Erscheinungsbild. Man beobachtet ebenfalls einen Austausch zwischen den bei-
68
den Isomeren (Major und Minor), jedoch wird bei der Isomerisierung jeweils das syn-H-Atom
in das anti-H-Atom überführt und umgekehrt (syn↔anti, anti↔syn).
Die η3-η1-η3-Umlagerung verläuft demnach selektiv durch Lösung der Pd-C(13)-Bindung
trans zum P-Atom. Darauf folgt die freie Rotation um die H2C(11)-C(12)H-Bindung. Dies ist
aufgrund der sp3-Hybridisierung des an das Palladium gebundenen C-Atoms (11) des σ-AllylLiganden möglich. Die Rekoordination des Allyl-Liganden an das Palladium erfolgt dann mit
einer der beiden diastereofacialen Seiten der Doppelbindung.190
Die beobachteten EXSY-Signale geben keinen Hinweis auf eine Rotation um die Pd-C(11)Bindung des intermediären η1-Allyl-Palladium-(II)-Komplexes. Außerdem ist das trans zum
Stickstoffatom koordinierte C-Atom C(11) nach der η3-η1-η3-Umlagerung wieder trans zum
Stickstoffatom koordiniert.
69
8
Intermediate der Hydrierung mit Rhodium-DuPHAMINKomplexen:
Der Mechanismus der asymmetrische Hydrierung ist vor allem durch die Arbeiten von Halpern und Brown aufgeklärt worden. 191-193 Auch wenn diese Reaktion als weitestgehend verstanden gilt, sind in letzter Zeit immer wieder interessante neue Ergebnisse bei der Untersuchung dieser Reaktion erhalten worden. So gelang es konkrete Hinweise auf die zwei alternativen Reaktionswege, „ Olefin-Weg“ und „ Hydrid-Weg“ zu erlangen (Abbildung 40).194 Immamoto konnte durch die Detektion eines Rhodium-Dihydrid-Komplexes des Typs ZaH2 ein Intermediat des „ Hydrid-Wegs“ nachweisen.195 Das erste kationische Rhodium-Dihydrid-Intermediat Zc wurde von Bargon et al. mit Hilfe der PHIP-NMR-Spektroskopie nachgewiesen.196
Seitdem konnten zahlreiche weitere Rhodium-Dihydrid-Spezies detektiert werden, die neue
Erkenntnisse über den Reaktionsmechanismus der Hydrierung lieferten.197 Durch PHIP-Untersuchungen gelang zum Beispiel erstmals der Nachweis eines interessanten Intermediates
Zd, in dem das Substrat eine agostische Bindung zum Rhodiumatom aufweist.198
R
H
H
Solv.
P
Rh
Solv.
P
NH
O
R
H
NH
H
O
R
NH
O
H
R
P
Rh
O NH
P
P
Rh
NH
P
O
Zb
Ze
H
Solv
P
Rh
P
H
Solv
ZaH
R
R
H2
Za
Za
H
Solv.
P
Rh
Solv.
P
H
P
Rh
NH
P
O
2
R
Ze
NH
H2
H
R
P
Rh
P
H NH
O
Zd
R
H
P
Rh
P
H NH
O
Zc
H
R
P
Rh
P
H NH
O
Zd
H
R
O
P
Rh
P
H NH
O
Zc
Abbildung 40: Mechanismus der Rhodium-katalysierten Hydrierung polar funktionalisierter
Doppelbindungen. links: Olefin-Weg, rechts Hydrid-Weg.
Die NMR-spektroskopischen Untersuchungen der asymmetrischen Hydrierung beschränken
sich weitestgehend auf Beispiele mit Bisphosphan-Komplexen. Um Informationen über das
Verhalten von P,N-Chelatkomplexen zu erhalten, wurde die asymmetrische Hydrierung mit
dem „ C1-symmetrischen“ P,N-Chelatkomplex (R,RR)-31 eingehender untersucht. Nach den
Modellen von Halpern und Brown resultiert die Enantioselektivität einer katalytischen
Reaktion bei der Verwendung von C2-symmetrischen Katalysatorkomplexen aus der unterschiedlichen Reaktivität zweier diastereomerer Substratkomplexe Zb (Minor und Major).
Ausgehend von diesen diastereomeren Komplexen verläuft die Reaktion entlang zweier
70
Reaktionskanäle mit unterschiedlichen Reaktionsgeschwindigkeiten für die einzelnen Teilschritte. Gemäß dem „ Anti-Schlüssel-Schloss-Prinzip“ bildet der reaktivere Minor-Komplex
in einer schnelleren Folgereaktion das Hauptprodukt. Der Major-Komplex ist weniger reaktiv
und liegt erwartungsgemäß in höherer Konzentration als der Minor-Komplexe vor. Ausgehend vom Major-Komplex bildet sich das andere Enantiomer des Produktes.199 Bei der
Verwendung von „ C1-symmetrischen" Komplexen wird die Situation komplizierter. An Stelle
von zwei Isomeren besteht die Möglichkeit der Bildung von vier unterschiedlichen Komplexen des Typs Zb, die auf vier getrennten Reaktionswegen zu den entsprechenden Produkten
führen.
8.1
NMR-Spektroskopische Untersuchung der Rhodium-DuPHAMINSubstratkomplexe (R,RR)-35b:
Ausgehend von dem Rhodium-(I)-COD-Komplex (R,RR)-31 wurde die Bildung der Substratkomplexe (R,RR)-35b durch NMR-Spektroskopie untersucht. Durch Reaktion von (R,RR)-31
mit elementarem Wasserstoff (3.0 bar, 20 °C) konnte der Solvenskomplex (R,RR)-35a erzeugt
werden, die Zugabe von MAC führte zur Bildung verschiedener isomerer Substratkomplexe
(R,RR)-35b (Gleichung 26).
N
H2 (3 bar)
N
Rh
Rh MAC
Rh(Solv)2
-C8H16
P
N
MAC
P
PF6
PF6
(R,RR)- 31
P
O
PF6
O
O
N
H
(R,RR)- 35a
(R,RR)- 35b
= MAC
N
N
NH
Rh
Rh
P
O
N
O
P
NH
N
O
Rh
Rh
P
P
NH
O
NH
(R,RR)-35b-I
Gleichung 26:
(R,RR)-35b-II
(R,RR)-35b-III
(R,RR)-35b-IV
Bildung des Solvenzkomplexes (R,RR)-35a und der Substratkomplexe (R,RR)-35b (oben),
Die Strukturen der erwarteten isomeren Substratkomplexe (R,RR)-35b-I-IV (unten), die
Phenyl- und die Ester-Gruppen des MAC wurden weggelassen.
Man beobachtet im 31P{1H}-NMR-Spektrum (Abbildung 41) einer Lösung von (R,RR)-35b
mehr als die erwarteten vier Spezies (R,RR)-35b-I-IV (Gleichung 26). Bei Untersuchungen
von analogen Rhodium-(I)-Komplexen C2-symmetrischer Liganden vom Typ Zb wurden bei
einigen Beispielen ebenfalls mehr als die dort erwarteten zwei Isomere detektiert.200-203 Dies
ist auf alternative Koordinationsmöglichkeiten der Dehydroaminosäuren in den Substratkomplexen zurückzuführen. So kann ein Sauerstoffatom der Carboxylat-Gruppe statt des AmidSauerstoffatoms als zweiter Donor neben der Doppelbindung fungieren. Aromatische Sub-
71
strate wie MAC können außerdem η6-Aren-Rhodium-Komplexe bilden. In den 1H-NMR- und
13
C{1H}-NMR-Spektren sind die Isomere von (R,RR)-35b wegen vielfältiger Überlagerungen
der Signale nicht eindeutig zu identifizieren. In der Lösung von (R,RR)-35b deuten jedoch 1HNMR-Signale im Bereich von 5.0-6.5 ppm auf die Bildung von η6-Aren-Rhodium-Komplexen hin. 195,202
N
Rh MAC
P
PF6
(R,RR)- 35b
90
80
70
60
50
40
30
20
(ppm)
Abbildung 41: 100.61 MHz 31P{1H}-NMR-Spektrum (CD2Cl2/CD3OD (10/1), 300 K) der
Substratkomplexe (R,RR)- 35b. Die PF6(–) Resonanz wurde weggelassen.
Versuche Rhodium-Hydrid-Intermediate analog zu Zc oder Zd (Abbildung 40) durch NMRSpektroskopie zu detektieren misslangen. Bei NMR-Untersuchungen an Lösungen des Substratkomplexes (R,RR)-35b unter einer H2-Atmosphäre konnten auch bei tiefen Temperaturen
keine Rhodium-Hydrid-Signale beobachtet werden, was auf zu geringe Konzentrationen zurückzuführen ist. Aus diesem Grund wurde diese Untersuchungen in Kooperation mit der
Arbeitsgruppe von Herrn Prof. Dr. J. Bargon an der Universität Bonn mit Hilfe der äußerst
empfindlichen und zudem selektiven PHIP-Methode durchgeführt.
8.2
Detektion von Rhodium-Dihydrid-Intermediaten durch
PHIP-NMR-Spektroskopie:
Eines der größten Probleme bei der mechanistischen Untersuchung der Hydrierung ist die geringe Lebensdauer und die geringe Gleichgewichtskonzentration der Intermediate. Zur in situ
Untersuchung chemischer Vorgänge, z.B. der Strukturaufklärung von Intermediaten in katalytischen Prozessen, scheint die NMR-Spektroskopie wegen der geringen Empfindlichkeit weniger geeignet. Die Empfindlichkeit der NMR-Spektroskopie hängt vor allem von der Besetzungsverteilung der Spinzustände in der Probe ab. Die Spineigenwerte weisen nur geringe
Energieunterschiede auf, daraus ergeben sich nach der Boltzmann-Verteilung nur geringe Besetzungsunterschiede der Spinzustände (Kern-Zeeman-Niveaus). Im NMR-Experiment wird
die makroskopische Magnetisierung (Polarisation), die sich aus der Vektorsumme der magnetischen Momente aller Kerne im Magnetfeld ergibt, detektiert. Eine Erhöhung der Empfindlichkeit kann durch die Steigerung der Magnetfeldstärke und der damit verbundenen größeren
Aufspaltung der Kern-Zeeman-Niveaus erreicht werden. Durch gezielte Erhöhung der magne-
72
tischen Polarisation eines Nuklids lässt sich die Empfindlichkeit der Methode erhöhen. Eine
häufig eingesetzte Methode insbesondere zur Detektion unempfindlicher Nuklide mit einem
geringen Wert des gyromagnetischen Verhältnisses γ (d.h. geringe Aufspaltung der KernZeeman-Niveaus) stellt die Methode des Polarisationstransfers dar. Diese Methode wird in
Form von INEPT- oder DEPT-Experimenten genutzt.204-207 Hierbei wird durch bestimmte
Abfolgen von Hochfrequenzpulsen die Polarisation eines Nuklids mit einem großem Wert
von γ (1H,
19
F) auf einen Kern mit geringeren Wert von γ (13C,
29
Si, ....) übertragen (Polari-
sationstransfer).
8.2.1
Grundlagen der PHIP-NMR-Spektroskopie:
Für die Untersuchung der Hydrierung und Hydroformylierung hat sich das PHIP-Experiment
(PHIP = Para-Hydrogen-Induced-Polarisation) als sehr wirkungsvoll erwiesen.208-221 Im
PHIP-Experiment wird eine Reaktion mit Para-Wasserstoff durchgeführt und die Produkte
NMR-spektroskopisch untersucht. Durch die Verwendung von Para-Wasserstoff erzeugt man
eine Polarisation, die unabhängig von der Besetzung der Spinzustände nach der BoltzmannVerteilung ist. Der Para-Wasserstoff behält nach der Reaktion Singulett-Charakter. Daraus
resultiert eine von der Boltzmann-Verteilung abweichende Überpopulation der Spinzustände
(Abbildung 42).
E
E
ββ
ββ
2
2
4
4
βα
αβ
3
βα
αβ
1
3
1
αα
αα
4
4 3
2
2 1
δ
δ
3
1
Abbildung 42: Energieniveauschemata für ein AX-Spin-System (oben) und die resultierenden
Strichspektren (unten). (links: bei Boltzmann-Verteilung, rechts: PHIP unter
PASADENA-Bedingungen). Die Besetzung der Spin-Zustände ist durch die Dicke der
Linien symbolisiert.
Bei der Verwendung von hochangereichertem Para-Wasserstoff (~90-100 %) erhält man eine
bis zu 105-fache Verstärkung der Signale übertragener Wasserstoffatome. Die durch ParaWasserstoff induzierte Polarisation entsteht nur, wenn bei der Bildung des Produktes der
Para-Wasserstoff paarweise auf ein Molekül übertragen wird und die Spinkorrelation der Protonen dabei erhalten bleibt. Die PHIP-Signale erscheinen verstärkt in charakteristischer Form
als Absorptions- und Emissionssignale und sind daher leicht von den anderen, thermischen
73
Signalen zu unterscheiden (Abbildung 42). Werden die beiden Wasserstoffatome nicht auf
dasselbe Molekül übertragen, entsteht keine verstärkte Polarisation, weil dann die Spinkorrelation verloren geht. Da im einfachen PHIP-Experiment nur die Signale der vom Para-Wasserstoff herrührenden Protonen verstärkt werden, ist die Methode vor allem zur Verfolgung
des Reaktionsweges des Wasserstoffs geeignet.
Zur Aufnahme von PHIP-NMR-Spektren unter PASADENA-Bedingungen196 wird vor der
Aufnahme jedes Einzelexperiments Para-Wasserstoff innerhalb des Magnetfeldes durch eine
Kapillare in die Probelösung eingeleitet und nach einer kurzen Wartezeit ein FID aufgenommen. Nach der Addition mehrerer FID´s wird das Spektrum durch eine Fourier-Transformation erhalten. Bei der Phasekorrektur des Spektrums werden die thermischen Signale negativ
eingestellt. Die Zuführung des Para-Wasserstoffs kann auch außerhalb des Magnetfeldes erfolgen (ALTADENA-Bedingung196). Führt man die Probe anschließend in das Magnetfeld ein
und misst PHIP-NMR-Spektren, so beobachtet man ebenfalls eine Signalverstärkung durch
Überpopulation der Singulett-Spinzustände. Allerdings sind hierbei die beiden antisymmetrischen Spinzustände der übertragenen Wasserstoffatome ungleich besetzt, woraus ein komplizierteres Intensitätsmuster der PHIP-Signale folgt. Die Para-Wasserstoff induzierte Polarisation lässt sich über mehrere Minuten beobachten.
8.2.2
Detektion von hydridischen Intermediaten durch PHIP-NMRSpektroskopie:
Nachfolgend werden die Untersuchungen von (R,RR)-31 mit Hilfe der PHIP-NMR-Spektroskopie beschrieben. Für die folgenden Untersuchungen werden (Z)-α-Acetamido-Zimtsäuremethylester (MAC), (Z)-α-Acetamido-Zimtsäure (AAZ) und verschiedene para-substituierte
(Z)-α-Acetamido-Zimtsäuremethylester und α-Acetamido-Acrylsäuremethylester(AAM) eingesetzt (Abbildung 43).
O
O
O
O
O
N
H
AAM
OH
O
O
O
N
H
AAZ
N
H
R
R=H
F
OMe
NO2
; MAC
; p-F-MAC
; p-MeO-MAC
; p-NO2-MAC
Abbildung 43: Die bei den PHIP-Untersuchungen eingesetzten Substrate.
Abbildung 44 zeigt exemplarisch das PHIP-NMR-Spektrum einer Reaktionslösung während
der Hydrierung von AAM mit (R,RR)-31. Man erkennt deutlich die PHIP-Signale des Hydrierungsproduktes und ebenfalls ein PHIP-Signal für ein an das Rhodiumatom gebundenes
Wasserstoffatom mit dem charakteristischen Erscheinungsbild (Absorption/Emission). Die
Resonanzen des Substrates AAM und von (R,RR)-31 erscheinen ausschließlich als negative
Signale. In den nachfolgend abgebildeten PHIP-NMR-Spektren werden nur noch die Rhodium-Hydrid-Signale abgebildet.
74
-CH3
Rh-H
H(α)
O
O
H 2/"Rh"
N H
H 2C C
N H
H 3C CH(α)
OMe
OMe
O
10
Abbildung 44:
5
0
-5
O
-10
ppm
-15
-20
-25
-30
-35
1
H-PHIP-NMR-Spektrum (CD3COCD3, 288 K) während der Hydrierung von AAM mit
(R,RR)-31. Die PHIP-Signale des Produktes und des Rhodium-Hydrid-Intermediats sind
darüber als Ausschnitte vergrößert dargestellt.
Bei der Hydrierung des Komplexes (R,RR)-31 ohne Zusatz eines Substrates konnten Rhodium-Hydrid-Intermediate des Typs (R,RR)-35aH2 detektiert werden (Abbildung 45). Die Detektion der Solvens-Dihydrido-Komplexe (R,RR)-35aH2 ist ein Hinweis auf Hydrierung mit
(R,RR)-31 nach dem Mechanismus des „Hydrid-Weges“. Man beobachtet über einen großen
Temperaturbereich verbreiterte Signale. Bei der Hydrierung von MAC, p-F-MAC, p-MeOMAC und p-NO2-MAC konnten nach vollständiger Hydrierung des Substrats gleichartige
Hydrid-Signale detektiert werden.
25° C
0° C
N
H
Rh
(Solv2)
H
P
PF6
-1 0 ° C
(R,RR)- 35aH2
1 5 .0 - 1 6 .0
- 1 7 .0
- 1 8 .0
-1 9 .0
- 2 0 .0
ppm
-2 1 .0
- 2 2 .0
-2 3 .0
- 2 4 .0 - 2 5 .0
.
Abbildung 45:
1
H-PHIP-NMR-Spektren (CD3COCD3) von (R,RR)-35aH2 bei verschiedenen
Temperaturen.
Bei der Hydrierung der Substrate konnten verschiedene PHIP-Signale beobachtet werden.
Abbildung 47 zeigt die Rhodium-Hydridsignale, die während der Hydrierung von MAC, p-F-
75
MAC, p-NO2-MAC und AAM mit Hilfe der H-PHIP-NMR-Spektroskopie detektierten wurden. Bei der Verwendung von AAZ und p-MeO-MAC konnten keine Rhodium-Hydridsignale detektiert werden. Die chemischen Verschiebungen der Rhodium-Hydridsignale hängen
von den eingesetzten Substraten ab. Die stärkste Verschiebung der Rhodium-Hydridresonanz
zu hohem Feld beobachtet man beim Einsatz von AAM. Die Strukturen der detektierten Rhodium-Komplexe lassen sich vor allem anhand der beobachteten Kopplungskonstanten 2JPH
ableiten. Die Kopplungen zum Phosphoratom werden durch den Vergleich von 1H-PHIPNMR- und 1H{31P}-PHIP-NMR-Spektren erhalten. Abbildung 46 zeigt die Struktur eines, bei
der Hydrierung intermediär gebildeten Substrat-Rhodium-Dihydrido-Komplexes (Typ: Zc)
und die typischen spektralen Daten der zugehörigen Hydridsignale.215,220,222-224
1
Hb
P
O
O
δH [ppm]
JHH [Hz]
1
JRhH [Hz]
cis-2JPH [Hz]
trans-2JPH [Hz]
2
Rh
P
Ha
Hb
–8 - –14
–5 - –8
20 - 30
10 - 35
100 - 180
–18 - –25
–5 - –8
10 - 30
10 - 30
-
OR
R
Ha
NH
Abbildung 46: Struktur eines Substrat-Rhodium-Dihydrido-Komplexes (Zc) mit Bisphosphanliganden
und die typischen 1H- NMR-Daten der hydridischen Wasserstoffatome.
MAC
p -F - M A C
p -N O 2-M A C
p -M e O -M A C
AAZ
AAM
1 7 .0
-
- 1 8 .0
- 1 9 .0
- 2 0 .0
- 2 1 .0
ppm
- 2 2 .0
- 2 3 .0
- 2 4 .0
- 2 5 .0
Abbildung 47: Rhodium-Hydridsignale der 1H-PHIP-NMR-Spektren (CD3COCD3, 300 K) während der
Hydrierung von verschiedenen Substraten mit (R,RR)-31.
Tabelle 18:
76
1
H-PHIP-NMR-Daten der beim Einsatz von (R,RR)-31 detektierten Substrat-RhodiumHydrid-Spezies (R,RR)-35c.
Substrat
δ [ppm]
JHH [Hz]
1
JHRh [Hz]
2
JPH [Hz]
2
MAC
Ha
Hb
−19.9
−3.5
21.5
19.6
−23.2
−3.5
34.0
33.9
p-F-MAC
H
−20.3
−6.3
24.1
23.7
−20.7
− 6.1
25.7
25.1
a)
a)
b)
b)
-19.50 -19.70
-19.90
ppm
-20.10
-20.30
p-NO2-MAC
H
-22.80
-23.00
-23.20
ppm
AAM
H
−21.8
3.2
31.5
25.6
-23.40
-23.60
Abbildung 48: a) 1H-PHIP-NMR-Spektrum, b) 1H{31P}-PHIP-NMR-Spektrum (CD3COCD3, 300 K), der
Hydridsignale während der Hydrierung von MAC mit (R,RR)-31.
Die Rhodium-Hydridsignale in den PHIP-NMR-Spektren zeigen für die Untersuchungen
beim Einsatz von MAC das erwartete Erscheinungsbild mit zwei PHIP-Signalen für zwei hydridische Wasserstoffatome. Die PHIP-Spektren bei Untersuchungen mit den Substraten p-FMAC, p-NO2-MAC und AAM konnte jeweils nur ein PHIP-Signal beobachtet werden. Das
zweite Wasserstoffatom kann auch bei tieferen Temperaturen nicht detektiert werden. Die
Detektion nur eines Signals im 1H-PHIP-NMR-Spektrum entspricht nicht den Erwartungen.
Die durch Para-Wasserstoff induzierte Polarisation ist nur zu beobachten, wenn bei der
Bildung des Produktes der Para-Wasserstoff paarweise auf das Substrat übertragen wird. Die
Beobachtung nur eines Rhodium-Hydridsignals kann auf die Bildung eines Rhodium-Monohydrid-Komplexes des Typs Ze zurückgeführt werden. Ein derartiges Monohydrid Ze
entsteht nach der Übertragung eines der beiden Wasserstoffatome auf das Substrat. Eine
derartige Struktur kommt aber für die hier detektierten Komplexe nicht in Frage. Ein Rhodium-Monohydrid-Komplexe (Ze) würde im 1H-PHIP-NMR-Spektrum ein weiteres Signal
bei tieferem Feld ergeben, welches hier nicht detektierte werden konnte. Die weiteren PHIPSignale in den Spektren sind ausschließlich auf Katalyseprodukte zurückzuführen. Das Fehlen
der zweiten Rhodium-Hydridresonanz kann durch dynamische Prozesse dieser reaktiven
Komplexe erklärt werden. Die fehlende Resonanz kann jedoch auch bei erniedrigter Temperatur nicht detektiert werden.
Die bei der Reaktion von MAC beobachteten PHIP-Signale ermöglichen Einblicke in die
Struktur dieses Komplexes. Für beide Wasserstoffatome werden kleine Werte für die Kopplungskonstante 2JPH beobachtet (Tabelle 18). Dies weist auf cis-Stellung beider Wasserstoffatome zum Phosphoratom hin. Von den insgesamt acht möglichen Isomeren des oktaedri-
77
schen Rhodium-(III)-Komplexes mit cis-koordinierten Wasserstoffatomen (R,RR)-35c kommen also nur die Isomere I-IV zur Erklärung der beobachteten PHIP-Signale in Frage
(Abbildung 49). Die Isomere V-VIII würden ein PHIP-Signal mit einer deutlich größeren
trans-Kopplung (2JPH) von ca. 100 – 180 Hz aufweisen.
Ph
H
N
Rh
NH
H
P
Ph
H
O
Rh
H
NH
III
O
H
H
Ph
P
N
Rh
H NH
N
P
H
H
H
NH
H
H
N
H
P
H
Ph
VII
H
N
Rh
O
Ph
VI
IV
Ph
Rh
P
P
V
N
Rh
P
II
O
H
N
Ph
I
Rh
O
H
O
N
H
N
N
Rh
P
NH
O
Ph
O
NH
VIII
Abbildung 49: Mögliche Strukturen des detektierten cis-Dihydrido-Komplexes (R,RR)-35c während der
Hydrierung von MAC mit (R,RR)-31. Die Isomere I-IV zeigen keinen Hydridliganden
trans zum P-Donor. (Die Ester-Gruppe des MAC wurde weggelassen).
78
9
Zusammenfassung:
Das Ziel dieser Arbeit war die Synthese optisch aktiver Phosphane mit chiralen o-Benzylamin-Substituenten. Ausgehend von enantiomerenreinem o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyllithium wurde ein neuer Zugang zur Synthese von Phosphanen mit chiralen Benzylamin-Substituenten ausgearbeitet. Dieser Zugang ermöglicht es zu verschiedenartigen P,N-Hybridliganden zu gelangen (Gleichung 27 und Gleichung 28). So wurde ausgehend von dem bisher unbekannten chiralen Phosphonigsäurediamid (R)-1 ein neues, chirales Phosphonit (R,R)-4 mit
zusätzlichem Stickstoff-Donor synthetisiert. Der Rhodium-(I)-COD-Komplex (R,R)-5 des
chiralen Phosphonits (R,R)-4 wurde eingehend durch 2D-NOE-Spektroskopie untersucht.
Ausgehend von den zwei Enantiomeren des neuartigen primären Phosphans (S)-3 bzw. (R)-3
wurden P,N-Liganden mit chiraler Phospholan-Gruppierung (DuPHAMIN 6) gezielt in Form
zweier Diastereomeren, (R,RR)-6 und (S,RR)-6 erzeugt.
N
ClP(NEt2)2
1.) EtOH
2.) LiAlH4
3.) K/THF
N
Li
N
PH2
P(NEt2)2
(R)-3 und (S)-3
(R)-1 und (S)-1
(S)-3
(R)-3
N
O
P
O
(R,R)-4
N
N
P
P
(R,RR)-6
(S,RR)-6
DuPHAMIN
Gleichung 27:
Synthese des chiralen Bisdiethylaminophosphonits (S)-1, des chiralen primären
Phosphans (S)-3 und die davon abgeleiteten Liganden.
Die Reaktion von o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyllithium mit Bisdiethylaminochlorphosphit führt in drei Schritten zu dem neuen sekundären P,N2-Phosphan (R,R)-8 bzw. (S,S)-8
(Gleichung 28). Durch Reaktion des sekundären Phosphans (R,R)-8 bzw. (S,S)-8 mit verschiedenen Elektrophilen konnte eine neuartige Klasse von chiralen Komplexliganden mit sechs
(R,R,R,R)-9, (S,S,S,S)-9, (S,S,S,S)-10 bzw. vier Donoratomen (S,S)-11 synthetisiert werden.
Die Reaktion von (R,R)-8 mit einem Merrifield-Harz ergab das festphasengebundene, chirale
P,N2-Phosphan (R,R)-12. Aufgrund der unterschiedlichen Donoratome Phosphor und Stickstoff können diese Verbindungen 9-12 als hemilabile Liganden in Übergangsmetall-Komplexen fungieren.
79
N
Li
1.) Cl2PNEt2
2.) K
3.) H2O
N
P H
N
(S,S)-8 und (R,R)-8
N
N
N
P
N
(CH2)n P
N
P(1)
N
P(2) Ph2
PS
1%DVB
P
N
N
(S,S)-11
(R,R,R,R)-9 : n =2
(S,S;S,S))-9 : n =2
(S,S;S,S)-10: n =3
Gleichung 28
(R,R)-12
Synthese des chiralen sekundären P,N2-Phosphans (S,S)-8 und dessen Umsetzungen zu
tertiären (P,N2)n-Phosphanen.
Da wenige chirale Phosphane mit perfluorierten Substituenten bekannt sind, wurde die Reaktion von o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyllithium mit (C6F5)2PBr genutzt, um ein neues fluoriertes Derivat (R)-17 des (R)-AMPHOS ((R)-A) darzustellen (Gleichung 29). Überraschend
unterschiedliche Donor-Eigenschaften von (R)-A und (R)-17 konnten vor allem in der Reaktivität gegenüber [CODRhCl]2 beobachtet werden. Die Reaktion des perfluorierten Phosphans
(R)-17 mit [CODRhCl]2 in Gegenwart von KPF6 führte nicht, wie bei Phosphan (R)-A beobachtet, zur Koordination des Phosphoratoms an das Rhodium. Erst die Abstraktion des Chlorids durch AgPF6 führte zur Koordination der (C6F5)2P-Gruppe an das Übergangsmetall. Der
kationische Rhodium-(I)-COD-Komplex (R)-18 mit zwei C6F5-Substituenten zeigt dynamisches Verhalten, was in den NMR-Spektren zur Verbreiterung der Signale führt. Durch 19FNMR-Untersuchungen bei tiefen Temperaturen konnte dieses dynamische Verhalten auf die
Rotation der C6F5-Substituenten um die P-C-Bindungen zurückgeführt werden. Eine Inversion des sechsgliedrigen Chelatrings findet nicht statt.
(C6F5) 2PBr
N
N
P(C6F5) 2
Li
- LiBr
- AgCl
(R)-17
Gleichung 29:
1.) [CODRhCl] 2
2.) AgPF6
N
Rh
PF6
P
(C6F5)2
(R)-18
Synthese des Phosphans mit perfluorierten Substituenten (R)-17 und des RhodiumKomplexes (R)-18.
Sowohl von (R)-18, als auch von dem analogen bisher unbekannten Komplex (R)-18a mit
Phenyl-Substituenten am Phosphoratom konnten Röntgenstrukturanalysen durchgeführt werden (Abbildung 50). Der Komplex (R)-18a kristallisiert mit zwei kristallographisch unabhän-
80
gigen Komplexkationen in der Elementarzelle. Die unterschiedlichen Strukturen dieser zwei
Komplexkationen von (R)-18a ist auf verschiedene Anordnung der Ph2P-Aryl-Einheiten zurückzuführen. So liegt in der Festkörperstruktur von (R)-18a ein Komplexkation (R)-18a(1)
mit einem P,N-Chelatring in verzerrter Boot-Konformation vor, während das andere Komplexkation (R)-18a(2) einen Chelatring aufweist, der als Übergang von der Halb-Boot- zu
einer Halb-Sessel-Konformation zu beschreiben ist. Der Komplex mit zwei C6F5-Substituenten (R)-18 zeigt eine der Struktur von (R)-18a(2) vergleichbare Geometrie mit verzerrter
Halb-Boot-Konformation. Die Kristallpackungen von (R)-18a und (R)-18 dokumentieren die
unterschiedliche Polarität der Phenyl- und der Pentafluorphenyl-Gruppen. In den Kristallen
von (R)-18 sind die PF6-Anionen zwischen den Flächen der Pentafluorphenyl-Gruppen angeordnet. In der Festkörperstruktur von (R)-18a weisen hingegen die Phenyl-Gruppen mit ihren
Wasserstoffatomen in die Richtung der PF6-Anionen.
C60
C59
C30
C42
C54
C13
C28
C12
C56
P1
C26
N1
C7
C37
C22
C6
C47
C48
C40
C3
C6
C34
C5
C17
F6
C52
C10
C2
C7
C33
C35
C2
C1
N
C9
C36
C39
C20
C1
P1
C27
C32
C11
F5
Rh
C26
C31
N2
C17
C9
F1
C8
C24
C46
P2
C19
C25
C28
C45
Rh2
C55
C57
C18
Rh1
C44
C41
C8
C24
C25
C27
C23
C38
C11
C23
F3
C13
C53
C58
C16
C29
F2
C30
C29
C43
C14
C15
C22
C4
C10
C5
C49
C3
C21
C51
C19
C50
C4
F7
F9
C20
F8
Abbildung 50: Strukturen der Rhodium-(I)-Komplexe (R)-18a(1) (links), (R)-18a(2) (mitte) und (R)-18
(rechts).
Chirale, hydrophile Liganden können durch nukleophile Substitution von Fluorid mittels
KPPh2 oder KAsPh2 an funktionalisierten Fluoraromaten synthetisiert werden. Für die Synthese von enantiomerenreinen Aminosäurephosphanen und Aminosäurearsanen wurde α-(2Fluorphenyl)-alanin 21 durch fraktionierte Kristallisation des (S)- bzw. (R)-Prolinolium-Salzes 24 der N-Acetyl-Aminosäure erstmals in enantiomerenreiner Form erzeugt. Die absolute
Konfiguration der Aminosäure (R)-21 konnte durch Röntgenstrukturanalyse des (S)-Prolinolium-Salzes (S,R)-24 bestimmt werden (Abbildung 51). Die enantiomerenreine α-methylsubstituierte Aminosäure (S)-21 bzw. (R)-21 ist unter den extremen Bedingungen der nukleophilen
aromatischen Substitution stabil gegenüber Racemisierung.
O5
C11
C10
C13
O3
N1
C14
O2
C3
N2
C1
C15
C2
C4
C9
C5
C8
C12
F
C6
C16
O1
O4
C7
Abbildung 51: Struktur des (S)-Prolinolium-Salzes (S,R)-24.
Im Rahmen dieser Arbeit wurden bisher unbekannte Triphenylarsanderivate mit o-Phenylessigsäure 27b, o-Benzylamin- 28b und Aminosäure-Substituenten 29b, 30b synthetisiert.
Ausgehend von der enantiomerenreinen Aminosäure (S)-21 bzw. (R)-21 konnte sowohl das
81
Aminosäurephosphan 30a als auch das Aminosäurearsan 30b erstmals enantiomerenrein mit
R- und S-Konfiguration erhalten werden. Das Aminosäurearsan 30b ist das erste beschriebene
enantiomerenreine Aminosäurearsan. Die Struktur des racemischen Aminosäurearsans 29b
konnte durch Röntgenstrukturanalyse bestimmt werden (Abbildung 52).
C7
C19
C18
C15
C17
C6
C8
C20
O4
C5
C16
As
Ho4a
O1
C3
C4
C1
C2
O2
N
C9
C14
C10
C13
O3
C11
C12
Abbildung 52: Festkörperstruktur des Aminosäurearsans 29b.
Die Rhodium-(I)- und Palladium-(II)-Komplexe des neuartigen Liganden DuPHAMIN 6 wurde eingehend untersucht. Die Festkörperstrukturen der Rhodium-(I)-COD-Komplexe (R,RR)31 und (S,RR)-31 sowie der Palladium-(II)-Komplexe (R,RR)-33 und (S,RR)-34 wurden durch
Röntgenstrukturanalyse bestimmt (Abbildung 53). Die diastereomeren Komplexe weisen verschiedene Chelatringkonformationen auf. Die absolute Konfiguration am benzylischen CAtom bestimmt hierbei die Helicität der P,N-Chelatringe. Bei R-Konfiguration beobachtet
man einen Chelatring mit δ-Konformation, während S-Konfiguration einen Chelatring mit λKonformation erzwingt.
C20
C6
C16
C21
C13
C14
C35
C4
C3
C34
C22
C19
C23
C2
C33
C36
C12
C23
C24
C22
Rh
C32
C38
C15
C1
C17
N
C16
C13
C12
C26
C14
C9
C8
C21
C25
C18
C5
C11
C31
N
Rh
C7
C10
C3
C11
C24
P1
C1
C37
P1
C4
C15
C2
C2
C5
C25
C8
C14
C15
C1
C13
C13
C1
C16
C15
C7
C10
C12
C2
C11
P1
N
C11
C22
P
Pd
Pd
C9
C3
Cl2
C21
C21
C16
C12
C4
N
C3
C4
C14
C23
Cl1
C24
C22
C6
C20
C26
Abbildung 53: Strukturen der DuPHAMIN-Komplexe (R,RR)–31 links-oben, (S,RR)-31 rechts-oben,
(R,RR)–33 links-unten, (S,RR)-34 rechts-unten.
Die katalytischen Eigenschaften der Übergangsmetallkomplexe wurden anhand von einfachen
Beispielreaktionen untersucht. So hydriert der Rhodium-(I)-NBD-Komplex (R,RR)-32 (Z)-αAcetamido-Zimtsäuremethylester (MAC) mit einer Selektivität von 96 % ee zu dem (R)-NAcetyl-Phenylalaninmethylester. Bei Hydrierungsexperimenten mit dem diastereomeren Rhodium-(I)-NBD-Komplex (S,RR)-32 wurde MAC mit 60 % ee hydriert und ebenfalls R-Konfiguration des Produktes beobachtet. Die Hydrierungsexperimente mit den Rhodium-(I)-CODKomplexen (R,RR)-31 und (S,RR)-31 zeigten eine bemerkenswert unterschiedliche Aktivität
82
dieser Komplexe gegenüber Wasserstoff. Der Komplex (R,RR)-31 nimmt bei RT bereitwillig
Wasserstoff auf, während der Komplex (S,RR)-31 erst ab 60 °C Wasserstoff addiert.
Durch 2D-NOE-Spektroskopie konnte die in den Festkörperstrukturen beobachteten Konformationen der P,N-Chelatringe der Rhodium-(I)- und Palladium-(II)-Komplexe des DuPHAMINs in Lösung bestätigt werden. Diese Untersuchungen lieferten außerdem strukturelle Informationen über die an das Rhodium gebundenen Diolefinliganden und die Anordnung der
an das Palladium gebundenen Allyl-Liganden. Die HH-NOESY-Spektren der Rhodium-(I)Diolefin-Komplexe 31 und 32 weisen darauf hin, dass sterische Wechselwirkungen der Dimethylamino-Gruppen mit den Diolefinliganden für die unterschiedliche Reaktivität verantwortlich sind. Die durch NOE-Untersuchungen ermittelten Konformationen der Rhodium-(I)Diolefin-Fragmente der Komplexe (R,RR)-31 und (S,RR)-31 unterscheiden sich grundlegend
von den durch Röntgenstrukturanalyse bestimmten Strukturen.
Die HH-EXSY-Spektren der µ3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexe (R,RR)-33 und (S,RR)-33 zeigen, dass die Isomerisierung des µ3-Allyl-Palladium-(II)-Komplexes nach einem µ3-µ1-µ3Mechanismus verläuft. Dieser Prozess erfolgt selektiv unter Spaltung der Pd-C-Bindung trans
zum Phosphor. Bei Anwesenheit von geringen Mengen Chlorids wurde außerdem die Spaltung der Pd-N-Bindung beobachtet.
In Zusammenarbeit mit der Arbeitsgruppe von Herrn Prof. Dr. Bargon (Physikalische/Theoretische Chemie, Universität Bonn) wurden exemplarisch PHIP-NMR-Untersuchungen der
asymmetrischen Hydrierung mit (R,RR)-31 durchgeführt. Dabei gelang es Rhodium-Dihydrid-Intermediate nachzuweisen, die Einblicke in den Reaktionsverlauf gestatten.
83
10 Tabellen:
10.1
NMR-Spektroskopische Daten der Verbindungen:
Tabelle 19:
31
P-NMR-Spektroskopische Daten der Verbindungen:
δP
[ppm]
(S)-1
(R)-1
(S)-3
(R)-3
(R,R)-5
92.4 s
-
150.6 s
-
150.2 s
-
(S,RR)-6
–4.5 s
-
(R,R)-7
(S,S)-7
(R,R)-8a
(S,S)-8a
(S,S,S,S)-10
38.8 s
-
–48.9 s
-
–42.1 s
-
JPP = 32.2
(R,R)-12
–36.5 s
-
JRhP = 152.4
2
JPH = 51
(R,R)-14
1
156.4 d
(R,RR)-6
–7.1 s
-
(R,R)-8
(S,S)-8
(R,R,R,R)-9
–56.9 d
(R,R,R,R)-13a
1
JPH = 223.7
JPH = 4.2
-
3,4
–37.8 s
–11.4 d
–36.1 d
63.6 dd
3
1
J
[Hz]
(S)-2
(R)-2
(R,R)-4
JPH = 201.3,
198.8
1
JRhP = 239.8
(S,S)-11
–122.0
δP
[ppm]
J
[Hz]
64.6 ddd
59.6 ddd
(R,R,R,R)-15
44.2 br
34.3 br
(R)-16
–9.1
(R)-18
–8.4 d
(R)-19
–16.0 s
28a
2
JRhP = 147.1
3
JPP = 22.8
2
JPH = 52.0
1
JRhP = 152.6
3
JPP = 22.8
2
JPH = 43.0
-
3
(R)-17
–52.8 tt
(R)-18a
19.8 d
-
27a
–14.3 s
-
–15.0 s
-
29a
–19.2 s
-
(R)-30a
(S)-30a
(S,RR)-31
–15.8 s
-
-
28.3 d
1
JRhP = 152.6
(R,RR)-31
25.2 d
1
JRhP = 150.4
(S,RR)-32
32.4 d
1
JRhP = 167.9
(R,RR)-32
28.7 d
1
JRhP = 167.8
(S,RR)-33
37.0 s
37.8 s
37.3 s
-
(R,RR)-33
35.4 s
34.7 s
34.7 s
(S,RR)-34
JPF = 59.8
74.4
1
JRhP = 172.2
-
1
(R,RR)-34
JPF = 35.5
30.3
1
JRhP = 155.9
-
-
-
84
Tabelle20: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S)-1 und (R)-1:
(S)-1
(R)-1
C6D6
c
c N a b
E
D
C
F P
1
2
N
A
2
B
δH
A
D
C
E
a
1
c
b
2
2´
n
7.80 ddd
7.63 ddd
7.24 m
7.18 m
4.13 dq
3.01 m
2.24 s
1.39 d
1.02 d
0.99 d
δC
JHH [Hz] nJPH [Hz]
7.1, 1.0
7.5, 1.7
6.6
6.6
6.9
7.1
4.6
3.4
6.2
-
E
F
D
B
A
C
a
c
1
1´
b
2
2´
n
149.32
140.12
130.33
128.71
127.38
126.17
60.91
44.00
43.72
43.55
21.84
14.99
14.96
JCP [Hz]
21.4
19.3
4.1
3.1
18.3
15.3
17.3
-
Tabelle 21: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S)-2 und (R)-2:
(S)-2
(R)-2
C6D6
c
c N a b
E
D
C
F P
1
2
O
A
2
B
δH
A
D
C
E
a
1
c
b
2
2´
7.86 ddd
7.52 ddd
7.39 m
7.30 m
4.12 dq
3.72 m
2.23 s
1.37 d
1.34 t
1.28 t
n
JHH [Hz]
7.6, 1.5
11.0, 7.8
6.6
6.6
6.9
7.0
n
δC
JPH [Hz]
3.1
3.6
6.2
-
E
F
C
A
D
B
1
a
1´
c
b
2
2´
149.42
139.49
130.20
129.84
126.61
126.53
63.12
62.14
61.71
42.65
18.49
17.48
17.33
n
JCP [Hz]
19.3
26.5
6.1
3.1
17.3
12.2
15.3
6.1
6.1
85
Tabelle 22: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S)-3 und (R)-3:
(S)-3
(R)-3
C6D6
c
c N a b
E
D
C
F PH2
A
B
δH
n
δC
JHH [Hz] nJPH [Hz]
A
7.41 „ t“
6.6
D
7.23 dd
7.6
C
7.09 m
B
6.94 m
(PH)
3.98 *
10.8
(PH´)
3.88 *
10.8
a
3.48 q
6.8
c
2.01 s
b
1.13 d
6.6
* AB-Teil eines ABX-Spinsystems
6.6
3.1
201.3
198.8
-
E
A
F
C
D
B
a
c
b
148.55
136.45
130.66
128.20
126.92
126.66
63.65
41.20
15.14
n
JCP [Hz]
11.2
4.1
11.2
3.1
2.0
6.1
-
86
Tabelle 23: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R,R)-4:
(R,R)-4
CD2Cl2
c
b
3
4 56
a N c
7
2
8
O
1
10
9
F P
O 11 20 19
18
12
A
13
17
B
15
14 16
E
D
C
δH
arom. H*
A
arom. H*
arom. H*
arom. H*
B
arom. H*
C
D
a
c
b
7.71 m
7.59 m
7.55 m
7.15 m
7.02 m
7.02 m
6.92 m
6.90 m
6.67 „ t“
3.89 q
2.04 s
0.95 d
* Zuordnung unsicher
n
δC
JHH [Hz] nJPH [Hz]
7.5
6.6
6.6
7.5
-
12
2
E
F
(C)*
(C)*
(C)*
(C)*
A
(CH)*
(CH)*
(CH)*
(CH)*
(CH)*
(CH)*
(CH)*
B
C
(CH)*
(CH)*
(CH)*
(CH)*
(CH)*
D
13
3
a
c
b
152.74
150.54
147.74
139.24
133.75
133.47
131.68
131.30
131.26
130.55
130.16
128.94
128.78
128.58
127.55
127.24
126.80
126.30
126.25
125.58
125.22
124.72
124.47
124.36
123.99
123.02
58.21
38.41
7.87
n
JCP [Hz]
1.8
13.5
19.3
48.3
1.5
1.5
1.0
3.3
0.8
1.5
5.9
3.0
2.0
0.8
7.9
5.1
3.1
87
Tabelle 24: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R,R)-5:
(R,R)-5
CD2Cl2
c
c
b
a
D E
F
C
B
δH
14
4
arom. H*
arom. H*
13
arom. H*
arom. H*
3
D
C
α
α
β
a
c (eq)
γ, β
c (ax)
γ
b
γ
8.28 d
8.08 d
8.02 d
8.01 d
7.97 d
7.56 m
7.34 m
7.17 d
7.10 „ t“
6.92 „ t“
6.00 m
5.39 m
4.60 m
3.72 q
2.87 s
2.83 m
2.68 s
2.52 m
2.47 d
2.24-1.41
* Zuordnung unsicher
n
JHH [Hz]
8.7
8.1
8.1
9.2
8.7
8.1
7.6
7.9, 7.9
6.5
6.5
-
n
α
N
P
Rh β
γ PF6
3 4
O O 2
5
12 11 1
6
13
10
7
20
14
9 8
15
19
16
18
17
A
δC
JPH [Hz]
7.6
-
2
12
E
(CH)*
(C)*
(C)*
(C)*
(C)*
14
C
(CH)*
(C)*
(CH)*
D
4
(CH)*
(CH)*
(CH)*
(CH)*
F
(CH)*
(CH)*
(C)*
13
3
(C)*
α
α
β
a
β
c (eq)
c (ax)
γ
γ
γ
γ
b
148.93
148.72
145.64
134.80
133.05
132.94
132.18
132.09
132.03
131.79
131.38
131.17
129.05
128.95
128.91
127.41
127.23
127.15
127.13
126.76
126.47
126.26
122.67
121.73
121.57
121.52
116.13
112.25
83.56
73.63
72.89
52.75
51.46
34.63
31.56
29.04
25.64
25.57
n
JCP [Hz]
13.6
7.1
26.2
1.8
1.5
1.8
1.3
1.0
0.8
0.8
12.2
5.3
38.8
3.1
2.5
2.5
1.8
5.9
5.2
11.9
7.1
1.4
2.8
3.3
2.0
5.1
n
JRhC [Hz]
1.1
3.4
9.7
12.3
0.9
11.3
-
88
Tabelle 25: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S,RR)-6:
(S,RR)-6
C6D6
B
H(3a)
A
CH3(1)
F
H(3e)
H(5)
H(4e)
P
N
P
A
D
B
C
a
c
b
7.64 ddd
7.39 ddd
7.20 dd
7.09 dd
4.53 dq
2.15 s
1.27 d
n
JHH [Hz]
7.8, 1.5
7.7, 1.6
7.8, 7.4
7.7, 7.4
6.6
6.6
D
c
E
a
N
c´
b
H(4a) H(2)
δH
C
n
CH3(6)
δC
JPH [Hz]
3.8
2.1
6.8
-
E
F
D
B
A
C
a
c
3
4
5
2
6
1
b
n
JCP [Hz]
152.48
136.31
133.63
128.74
126.60
126.13
61.86
42.38
37.04
36.42
35.62
34.88
21.00
17.05
17.03
21.9
31.0
3.6
1.0
5.1
24.4
1.5
4.6
10.2
13.7
37.1
1.5
-
Tabelle 26: 1H-NMR-Daten des 2,5-Dimethylphospholanrings von (S,RR)-6:
i
J(H(1),i) J(H(2ax),i) J(H(3eq),i) J(H(3ax),i) J(H(4eq),i) J(H(4ax),i) J(H(5ax),i) J(H(6),i)
δ1H
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[ppm] [Hz]
H(1)
H(2ax)
0.84
2.34
6.97
H(3eq)
H(3ax)
H(4eq)
H(4ax)
H(5ax)
H(6)
P
1.92
1.53
2.07
1.30
2.49
1.27
-
9.09
6.72
9.65
23.46
-12.62
3.39
5.95
8.67
5.70
11.20
5.61
-12.98
7.29
14.71
9.45
3.34
7.23
5.30
18.54
89
Tabelle 27: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R,RR)-6:
(R,RR)-6
C6D6
B
H(3a)
A
CH3(1)
F
H(3e)
H(5)
H(4e)
P
N
P
A
D
B
C
a
c
b
7.71 ddd
7.36 ddd
7.21 dd
7.08 dd
4.68 dq
2.21 s
1.29 d
n
JHH [Hz]
7.8, 1.5
7.3, 1.5
7.5. 7.8
7.5, 7.3
6.6
6.6
D
c
E
a
N
c´
b
H(4a) H(2)
δH
C
n
CH3(6)
δC
JPH [Hz]
3.6
1.7
9.1
-
E
F
D
B
A
C
a
c
3
2
4
5
b
6
1
n
JCP [Hz]
152.93
135.92
133.27
129.03
127.53
126.07
61.11
43.48
37.12
37.08
36.63
34.84
21.11
21.00
16.44
22.4
31.0
3.1
5.1
26.5
12.2
3.1
13.2
36.1
1.5
Tabelle 28: 1H-NMR-Daten des 2,5-Dimethylphospholanrings von (R,RR)-6:
i
J(H(1),i) J(H(2ax),i) J(H(3eq),i) J(H(3ax),i) J(H(4eq),i) J(H(4ax),i) J(H(5ax),i) J(H(6),i)
δ1H
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[Hz]
[ppm] [Hz]
H(1)
H(2ax)
0.80
2.23
6.87
H(3eq)
H(3ax)
H(4eq)
H(4ax)
H(5ax)
H(6)
P
1.88
1.53
2.08
1.26
2.52
1.28
-
9.37
6.51
10.43
23.33
-12.70
2.63
6.22
8.91
5.96
11.62
4.66
-13.12
7.29
14.99
9.84
2.90
7.20
5.87
18.73
90
Tabelle 29: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R,R)-7 und (S,S)-7:
(R,R)-7
(S,S)-7
C6D6
c
N
c
N a b
E
N P
D
N
C
1
F P
2
N
A
B
2
δH
A
A´
D
D
B,C
B,C
a
a´
c
c´
1,1´
b
b´
2, 2´
7.95 m
7.85 m
7.57 m
7.34 m
7.26 m
7.00 m
4.44 dq
3.71 dq
2.30 s
2.26 s
3.30-3.00 m
1.49 d
1.06 d
0.83 t
n
δC
JHH [Hz] nJPH [Hz]
6.8
5.6
6.8
5.6
7.1
6.7
6.3
-
E
E´
F
F´
B,C
B,C
B,C
B,C
A
A´
D
D´
a
a´
1´
1
c
c´
2
2´
b
150.20
148.67
140.19
138.35
133.39
130.97
129.57
128.82
127.56
127.19
126.57
126.16
62.38
62.14
45.43
45.26
44.33
43.96
22.25
20.76
14.99
n
JCP [Hz]
23.4
21.4
20.4
12.2
3.1
3.1
5.1
13.2
8.1
3.1
91
Tabelle 30: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R,R)-8 und (S,S)-8:
(R,R)-8
(S,S)-8
C6D6
N
c
c N a b
E
P H
D
C
N
F P
H
A
B
2
δH
D,D´
A
A´
C,C´
B,B´
(PH)
a
a
c
c´
b
b´
7.54 m
7.35 „ t“
7.27 dd
7.16 m
6.96 m
5.23 d
3.97 dq
3.89 dq
2.13 s
2.01 s
1.25 d
1.20 d
n
δC
JHH [Hz] nJPH [Hz]
7.0
6.9
6.6
6.6
6.6
6.6
7.0
5.6
223.7
5.0
3.0
-
E´
E
A´
A
F´
F
B´
B
D´
D
C´
C
a´
a
c
c´
b´
b
150.00
149.41
136.88
135.87
135.18
134.89
128.93
128.53
126.83
126.82
126.75
126.59
63.07
62.90
42.42
42.26
17.72
17.36
n
JCP [Hz]
15.8
16.3
2.5
3.1
14.2
15.3
5.1
3.6
1.6
13.7
15.3
-
92
Tabelle 31: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S,S,S,S)-9 und (R,R,R,R)-9:
(R,R,R,R)-9
(S,S,S,S)-9
C6D6
c
c N a b
N
N
P
A
A´
D,B
D,B
C,C´
b´
b
c´
c
1
b
b´
7.75 m
7.63 m
7.29 m
7.16 m
6.99 m
4.39 q**
4.18 q**
2.39 s
2.22 s
2.11 m
1.33
1.08
D
P
N
δH
E
C
N
n
* X-Teil eines ABX-Spinsystems
** 31P-entkoppelt
A
B
-
2
δC
JHH [Hz] nJPH [Hz]
6.6
6.6
6.6
6.6
1
F P CH2
E´
E
F*
150.90
150.29
137.76
F´*
137.01
B,A
B,A
B,A
B,A
D
D´
C
C´
a
a´
c
c´
1
132.27
132.15
129.08
128.75
127.25
127.11
126.95
126.93
62.70
61.62
43.59
42.72
25.67*
b
b´
21.20
17.84
n
JCP [Hz]
10.7
10.9
7.78, –24.62
JPP = 36.1
13.3, –29.9
JPP = 36.1
2.5
2.5
11.2
11.2
22.6, –26.28
JPP = 36.1
-
93
Tabelle 32: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S,S,S,S)-10:
(S,S,S,S)-10
C6D6
c
c N a b
N
N
P
D
P
N
δH
D
D´
A
C
B
a
a´
c
c´
b
b´
7.76 dd
7.64 dd
7.31 „ t“
7.23 m
7.02 m
4.34 dq
4.17 dq
2.20 s
2.02 s
1.37 d
1.06 d
C
N
n
* X-Teil eines ABX-Spinsystems
4.0
3.9
7.8
6.9
6.4
-
2
δC
E
E´
F
F´
A
A´
C
C´
D
D´
B
B´
a
a´
c
c´
1
2
b´
b
2
CH2
A
B
JHH [Hz] nJPH [Hz]
7.8
7.9
7.8
6.4
6.4
6.4
6.4
1
F P CH2
E
150.91
150.16
137.98
137.10
132.36
132.01
129.03
128.70
127.17
127.12
126.88
126.88
62.72
61.63
43.63
42.77
30.54 *
24.48 t
21.28
18.06
n
JCP [Hz]
21.4
21.6
15.8
17.0
8.1
7.9
22.1
22.4
13.1, 13.4
18.8
-
94
Tabelle 33: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S,S)-11:
(S,S)-11
C6D6
c
6
5
N
c N a b
4
P 1
E
3
F P
D
2 P
C
N
A
B
δH
D
D´
4
B,B´
C,C´
5,6
A,A´
a
a´
1,2
c
c
b
b
7.73 dd
7.59 dd
7.38 m
7.20 m
7.16 m
7.03 m
6.94 m
4.38 dq
4.15 dq
2.26 m
2.14 s
1.99 s
1.33 d
1.08 d
n
JHH [Hz]
n
δC
JPH [Hz]
7.8
7.7
6.1
6.5
6.5
6.1
3.8
4.0
6.9
6.3
-
* Zuordnung unsicher
E
E´
3
3´
F
F´
4
4´
B
B´
C
5,6
D
A
A´
a
a
c
c
1,2*
1,2*
b
b
n
150.89
150.05
139.42
139.31
137.79
136.66
133.35
133.10
132.18
132.15
129.09
128.67
127.27
127.01
127.00
62.72
61.52
43.49
42.42
25.77 dd
24.41 dd
20.95
17.28
JCP [Hz]
20.9
21.6
15.3
15.5
16.0
17.8
18.8
18.6
1.5
1.0
m
4.8
4.8
3.6
21.9
22.1
18.9, 14.9
16.7, 15.6
-
Tabelle 34: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S,S)-11:
(R,R)-12
C6D6
c
N
c N a b
PS
1%DVB
P
P
N
δH
arom. H
CHCH2
CHCH2
7.8-7.0 br
3.61 br
2.16 br
1.46 br
0.99 br
δC
-
arom. C
arom. C
a
CHCH2
c´
b
b´
145.90 br
126.94 br
61.88 br
43.49 br
25.78 br
20.00 br
18.98 br
n
JCP
-
95
Tabelle 35: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R,R)-13:
(R,R)-13
CD2Cl2
c
N
P
2
2
Rh
c
3
N a b
E
D
BF4
1
C
P
F P
A
B
N
2
δH
A
C,D
B,D´
C´
B´
A´
2
1 eq
2
a
1 ax
3
c
c´
b´
b
9.07 dd
7.70 m
7.59 m
7.46 m
7.15 m
6.83 dd
4.66 m
4.20 dm
4.08 m
3.83 m
2.31 m
2.29 m
2.12 m
1.73 m
1.33 d
0.93 d
n
δC
JHH [Hz] nJPH [Hz]
7.4
8.1
6.6
6.1
14.5
11.2
50.0
-
E
E´
A
C
D
A´
C´
D´
F
B´
B
2
2
a
a´
c
c´
3
3
b
b´
1
147.79
145.54
142.33
132.60
131.63
131.37
130.98
130.14
128.83
127.46
127.17
104.07
96.40
59.68
59.46
40.13
40.01
31.20
29.61
28.24
27.43
11.96
n
JCP [Hz]
1.0
4.6, 4.6
m
1.1, 1,1
2.9, 2.9
m
1.1, 1.1
4.0, 4.0
m
4.6, 4.6
7.6, 7.6
4.5, 4.3
4.3, 4.3
1.4, 1.4
3.6, 3.6
m
n
JRhC[Hz]
7.6
6.9
-
96
Tabelle 36: 1H-NMR-, 19F-NMR und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R)-17:
(R)-17
C6D6
c
N
F
P
c
1 2
F 3
4
N a
b
E
F P
D
F
F
C
A
D
B,C
a
c
b
n
7.42 m
7.12 m
7.00 m
3.89 dq
1.56 s
1.04 d
δF
2
2´
4
4´
3´
3
n
JHH[Hz]
-131.13 m
-132.26 m
-152.01 tt
-153.24 tt
-161.66 ddd
-162.85 ddd
6.7
6.7
F
n
δC
JPH [Hz]
3.5
-
JFF [Hz]
21.0, 3.4
20.9, 2.6
25.6, 20.9, 8.6
24.0, 21.0, 8.6
F
=
A
B
δH
F
E
2
2´
4
4´
3
3
A
F
C
B
D
1
1´
a
c
b
149.78
148.08
147.99
142.07
141.64
137.85
137.67
135.98
130.44
130.06
127.42
126.29
112.58
112.41
60.95
38.61
9.58
F
n
JCF [Hz]
241.0
242.1
255.7
254.6
256.9
252.0
m
m
-
n
JCP [Hz]
26.0
1.9
13.6
6.5
44.5
36.0
11.8
-
97
Tabelle 37: 1H-NMR-, 19F-NMR und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R)-18:
(R)-18
CD2Cl2
N
P
F
δH
A
C
B
D
α
α
a
β
β
COD
b
Rh
β
-73.58 sept
-124.63 m
-126.39 m
-144.28 m
-144.74 m
-157.29 m
-158.19 m
c
PF6
n
c N a b
E
D
1 2
F 3
4
C
F P
6.3
6.3
n
F
F
F
F
=
A
F
F
B
δC
JHH [Hz]
7.63 m
7.58 m
7.51 m
7.36 m
5.84 m
5.38 m
3.67 q
3.41 m
3.16 m
2.74-2.07
1.68 d
δF (298 K)
PF6
2´
2
4´
4
3´
3
α
E
2,3
4
A
C
D
B
α
α
a
β
β
c
c
COD
COD
COD
COD
b
δF (185 K)
JFH [Hz]
712.8
-
145.98
140.12
138.76
134.44
134.06
133.02
130.84
111.55
108.25
83.43
75.64
74.08
50.21
49.55
32.28
31.93
31.71
29.11
22.83
PF6
2
2´
2´
2
4´
4
3
3
3´
3´
-73.09 sept
-120.85 m
-122.40 m
-125.83 m
-132.30 m
-143.12 m
-144.37 m
-156.19 m
-156.69 m
-157.16 m
-158.34 m
n
JCF [Hz]
n
5.1
6.1
-
JCP [Hz]
248.4
252.2
-
n
JFH [Hz]
712.8
-
98
Tabelle 38: 1H-NMR-, 19F-NMR und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R)-19:
(R)-19
CD2Cl2
c
N
c
PdCl2
E
P
F
δH
A
C
B
D
c
c
a
b
2´
2
4´
4
3´
3
D
1 2
F 3
4
n
-121.76 m
-127.74 m
-143.41 m
-147.07 m
-158.82 m
-159.70 m
C
F P
F
F
A
6.1
6.1
n
JPF [Hz]
-
F
F
δC
2
3
E
*
4
C
D
B
1
a
c
c
b
F
=
B
JHH[Hz]
7.78 m
7.65 m
7.53 m
7.36 m
3.62 s
3.24 s
2.73 q
1.52 d
δF
N a b
148.23
147.39
146.57
146.35
138.40
134.75
132.47
130.83
117.74
73.76
54.04
52.06
22.49
F
n
d
d
br
br
d
br
br
br
d
d
s
s
d
JCP[Hz] nJCF [Hz]
11.2
8.1
47.8
9.1
4.1
250.2
244.1
254.3
-
99
Tabelle 39: 1H-NMR-, 19F-NMR und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von 20:
DMSO-d6
20
O
H
F b N
d
F
a
NH
E
c
D O
C
A
B
δH
NH
C
B
D
A
b
n
JHH [Hz]
8.30 s
7.48 m
7.38 ddd
7.19 dd
7.16 dd
1.69 s
n
7.9, 7.6
7.6
8.2
-
δF
-
δC
JFH [Hz]
5.3
7.6
12.1
-
n
c
F
d
E
C
D
B
A
a
b
JFH [Hz]
- 114.36
12.1
7.6
5.3
n
JCF [Hz]
177.69
160.82
156.85
131.10
128.76
126.55
124.79
116.39
61.76
23.33
248.2
9.2
4.1
11.2
3.1
22.4
-
Tabelle 40: 1H-NMR-, 19F-NMR und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S)-21 und (R)-21:
(R)-21
(S)-21
D2O
b O
c
a OH
E F F
H2N
D
C
A
B
δH
C
B
D
A
b
7.57 dd
7.39 ddd
7.27 m
7.17 dd
1.24 s
δF
-114.96
n
JHH [Hz]
n
7.8
7.8, 7.5
8.2
-
8.0
5.4
12.0
n
δC
JFH [Hz]
JFH [Hz]
12.0
8.0
5.4
c
F
E
C
B
D
A
a
b
174.61
161.66
134.40
129.77
127.00
123.66
117.81
60.29
22.51
n
JCF [Hz]
246.2
9.2
2.0
2.0
12.2
21.4
-
100
Tabelle 41: 1H-NMR- , 19F-NMR und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S)-22 und (R)-22:
(R)-22
(S)-22
D2O
b O
ClH3N
E
D
C
a
c
OMe
F F
A
B
δH
C
B
D
A
OMe
b
7.60 dd
7.52 ddd
7.33 dd
7.23 dd
3.79 s
2.02 s
n
JHH [Hz]
n
7.9
8.0, 7.7
7.1
8.4
-
δF
-
δC
JFH [Hz]
8.0
5.8
8.4
12.0
-
n
c
F
E
C
B
D
A
a
OMe
b
JFH [Hz]
-114.12
12.0
8.4
8.0
5.8
n
JCF [Hz]
174.23
162.24
135.22
130.39
127.75
124.38
118.60
60.88
56.74
23.29
246.2
9.2
2.0
3.1
12.2
21.4
-
Tabelle 42: 1H-NMR- , 19F-NMR und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S)-23 und (R)-23:
(R)-23
(S)-23
CD3OD
O
d
F b NH
F
a OH
E
c
D O
C
e
A
B
δH
NH
C
B
D
A
e,b
e,b
8.13 s
7.35 ddd
7.28 ddd
7.11 dd
7.08 dd
1.84 s
1.80 s
δF
-111.37
n
JHH [Hz]
n
8.0, 8.0
7.1, 6.2
7.6
8.1
-
5.6
6.7
7.6
12.1
n
δC
JFH [Hz]
JFH [Hz]
12.1
7.6
6.7
5.6
c
d
F
E
C
D
B
A
a
b
e
172.97
168.70
160.00
129.22
128.68
128.53
123.52
116.13
59.46
23.08
22.86
n
JCF [Hz]
246.9
8.8
4.1
11.6
3.3
22.4
1.4
2.7
-
101
Tabelle 43: 1H-NMR- , 19F-NMR und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R,S)-24 und (S,R)-24:
(R,S)-24
(S,R)-24
CD3OD
O
d
F b NH
F
a
O
E
c
D O
C
e
A
B
δH
NH
C
B
D
A
6
7
8
9
10
b
d
2
8.12 m
7.55 „ t“
7.20 m
7.09 m
6.94 m
3.74 m
3.59 m
3.56 m
3.16 m
1.98 m
1.93 s
1.89 s
1.71 m
n
2
1
8.0
7.9, 7.5
7.5, 7.5
8.1
-
7.9
5.2
11.9
-
-
4
N
H2
OH
5
δC
JHH [Hz] nJFH [Hz]
δF*
-114.86
S,S
S,R **
-114.87
-114.88
S,R
* 1H-entkoppelt
** Amid-Isomer
3
d**
d
c**
c
F
E
C
B
A
D
a
a**
5
1
3
2
b
b **
e
178.99
178.95
170.03
170.96
162.07
132.07
130.69
129.40
124.26
116.17
62.66
61.66
61.56
46.39
27.10
24.81
23.63
23.68
22.69
n
JCF [Hz]
246.2
12.2
4.1
9.2
3.1
22.4
-
102
Tabelle 44: 1H-NMR- , 19F-NMR und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von 25:
CD3OD
25
A
B
δH
NH
B
C
D
A
NCH2b
e
NCH2-CH3
8.16 s
7.57 dd
7.24 ddd
7.13 dd
6.99 dd
3.04 q
1.98 s
1.91 s
1.19 d
n
O
d
F b NH
F
a
O
E
c
D O
C
JHH [Hz]
n
8.0
7.9, 7.5
7.6
8.0
7.3
7.3
**
-114.39
-114.38
* 1H-entkoppelt
** Amid-Isomer
-
δC
JFH[Hz]
8.3
5.1
7.6
12.1
-
δF*
1 2
HN(CH2CH3)3
c
c**
d
d**
F
E
C
D
B
A
a
a**
1
b
b**
e
2
177.67
177.72
170.76
170.83
161.94
131.76
130.57
129.52
124.29
116.24
61.37
61.45
47.12
23.69
23.74
22.85
8.99
n
JCF [Hz]
246.1
11.2
4.1
9.2
3.1
23.4
-
103
Tabelle 45: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von 27b:
CD3OD
27b
C
B
D
A
E
F
As
1
CO2H
a
2
3
4
δH
B,D,2-4
C
A
a
n
7.28 m
7.10 „ t“
6.96 d
3.82 s
δC
JHH [Hz]
7.4
7.6
-
CO2H
E
1
1´
2
2´
*
*
3,3´
*
*
a
175.02
141.01
140.56
140.16
135.10
134.80
131.72
129.97
129.76
129.61
128.49
41.54
Tabelle 46: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von 28b:
CD3OD
28b
C
B
D
A
E
F
As
1
NH2
a
2
3
4
δH
D
B
Ph
Ph
A
a
7.53 d
7.44 t
7.34 m
7.26 m
7.01 d
4.24 s
*Zuordnung unsicher
n
δC
JHH [Hz]
6.6
7.4
7.4
-
E
1
F
A
2
*
*
*
4
3
*
*
a
140.85
138.85
138.19
135.33
134.81
132.63
130.78
130.52
130.12
130.09
129.99
129.82
43.04
104
Tabelle 47: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von 29:
CD3OD
29
C
D
E
A
F a
As
1 O
2
B
NH2
H
OH
3
4
δH
D
C, Ph
B
A
a
7.53 d
7.33 m
7.11„ t“
7.00 d
5.10 s
* Zuordnung unsicher
n
δC
JHH [Hz]
7.63
7.38
7.63
-
CO2H
E
1,F*
1,F*
1,F*
A
2
2´
C
3
3´
4
4
B
D
A
179.77
150.14
141.12
140.83
140.45
135.11
135.01
134.89
130.36
129.90
129.74
129.71
129.46
128.41
127.98
60.70
105
Tabelle 48: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R)-30a und (S)-30a:
(R)-30a
(S)-30a
CD3OD
C
D
E
A
F a
P
1 O
B
NH2
b
OH
2
3
4
δH
D
C
A,Ph
B
b
7.73 dd
7.54 „ t“
7.30 m
7.16 m
2.08 s
* Zuordnung unsicher
n
JHH [Hz]
7.9
8.0
-
n
δC
JPH [Hz]
4.8
-
CO2H
E
F,1*
F,1*
A
F,1*
2
2´
*
*
3
3´
*
*
D
a
b
184.40
153.72
139.87
139.19
138.69
136.55
134.51
134.27
130.36
129.55
129.50
129.30
129.23
127.82
127.74
64.11
29.42
n
JCP [Hz]
26.4
11.6
10.6
2.0
16.7
18.8
18.8
6.1
6.6
7.1
-
106
Tabelle 49: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R)-30b und (S)-30b:
(R)-30b
(S)-30b
CD3OD
C
D
E
A
F a
As
1 O
B
NH2
b
OH
2
3
4
δH
D
C
3
A,4
2
B
b
7.68 d
7.49 m
7.39 m
7.30 m
7.28 m
7.21 „ t“
2.02 s
*Zuordnung unsicher
n
δC
JHH [Hz]
8.14
6.87
-
CO2H
E
1,F*
1,F*
1,F*
A
2
2´
C
3
*
*
*
3´
*
*
*
D
a
b
176.04
145.31
140.95
140.39
140.01
138.81
134.73
134.63
132.06
130.67
130.40
129.80
129.75
129.68
129.63
129.58
129.52
129.03
65.32
25.91
107
Tabelle 50: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S,RR)-31:
(S,RR)-31
CD2Cl2
3 4
B
C
A 1
F
D
E a
b
δH
A
BC
D
α
α
β
a
β
2
*
c (eq)
*
*
c (ax)
b
*
*
6
*
1.
7.61 m
7.49 m
7.18 m
5.44 m
4.95 m
4.11 m
3.56 q
3.31 m
2.87 m
2.76 m
2.70 s
2.53 m
2.40 m
2.34 s
2.26 d
2.20 m
1.97 m
1.82 dd
1.53 m
0.91 dd
*Zuordnung unsicher
n
5
6
2
β
P
Rh
N
α
c c
δC
JHH [Hz] nJPH [Hz]
6.4
6.6
6.9
6.4
18.1
15.0
E
B
A
D
C
F
α
α
β
a
β
c (eq)
c (ax)
2
3
COD
COD
5
4
COD
COD
b
6
1
146.43
134.84
132.33
131.73
129.71
124.91
106.06
100.41
81.72
73.64
68.54
52.19
51.57
44.14
38.11
36.05
35.63
33.46
32.47
28.90
26.03
23.92
19.62
14.05
n
JCP [Hz]
14.8
1.1
2.3
8.9
4.8
23.9
6.1
7.1
6.1
1.0
3.3
26.5
2.3
1.4
3.8
25.9
1.3
2.5
5.6
9.7
0.8
n
JRhC [Hz]
1.1
8.4
13.0
12.5
12.2
1.3
1.4
1.0
-
108
Tabelle 51: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R,RR)-31:
(R,RR)-31
CD2Cl2
3 4
B
A 1
C
F
D
E a
b
δH
A
BC
D
α
α
β
β
a
c (eq)
2
c (ax)
*
*
*
b
6
*
1
7.59 m
7.48 m
7.19 m
5.50 m
4.93 m
4.15 m
3.57 m
3.47 q
2.69 s
2.60 m
2.58 s
2.41 m
2.23 m
2.09 m
1.83 d
1.70 dd
1.48 m
1.29 dd
*Zuordnung unsicher
n
5
6
2
β
P
Rh
N
α
c c
δC
JHH [Hz] nJPH [Hz]
6.4
6.6
7.1
7.1
17.3
14.2
E
B
D
A
C
F
α
α
β
a
β
c (eq)
c (ax)
2
3
COD
5
COD
COD
4
COD
b
6
1
145.91
134.11
132.31
132.01
129.79
124.88
105.38
101.33
81.70
73.15
69.52
51.11
49.75
45.93
38.35
35.95
35.68
33.51
31.07
30.31
27.98
25.89
18.02
13.54
n
JCP [Hz]
14.8
1.0
8.9
2.3
5.1
23.1
7.9
7.3
0.9
5.9
0.9
2.5
25.6
2.0
1.7
25.2
3.1
2.5
2.0
4.1
6.6
1.3
n
JRhC [Hz]
1.0
7.9
11.6
13.1
11.8
1.7
1.7
1.0
-
109
Tabelle 52: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S,RR)-32:
(S,RR)-32
CD2Cl2
3 4
B
1
A
5
6
2
C
F
D E a
b
δH
A
BC
D
α
α
β
γ
β
γ
a
c (eq)
5,2
c (ax)
4
b
3
4
3
6
δ
δ
4
1
7.73 m
7.52 m
7.29 m
5.67 m
5.43 m
4.17 m
4.10 m
4.05 m
4.02 m
3.74 dq
2.87 s
2.86 m
2.68 s
2.37 m
2.22 d
2.14 m
2.07 m
1.91 m
1.84 dd
1.65 m
1.54 m
1.41 m
0.89 dd
n
JHH [Hz]
6.6, 1.6
6.6
7.0
6.9
n
β
P
δ
Rh
N
α
γ
c c
δC
JPH [Hz]
18.2
14.9
E
B
A
D
C
F
α
α
a
δ
β
β
γ
γ
c (eq)
c (ax)
5
4
3
2
b
6
1
148.52
136.07
132.73
132.25
129.95
124.66
92.20
87.55
73.34
66.61
63.74
56.28
53.58
52.30
51.70
50.65
44.90
38.34
36.67
33.17
24.35
18.91
14.31
n
JCP [Hz]
15.3
1.3
2.3
9.4
5.3
24.2
6.2
5.3
5.1
1.7
2.8
2.0
2.8
26.6
4.3
1.4
28.0
3.8
10.7
2.0
n
JRhC [Hz]
1.3
8.0
10.4
5.2
10.7
9.9
1.3
2.0
1.4
1.4
1.8
1.0
-
110
Tabelle 53: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R,RR)-32:
(R,RR)-32
Aceton-d6
3 4
B
1
A
5
6
2
C
F
D E a
b
δH
A
BC
D
α
α
β
β
γ
γ
a
5,2
c (eq)
c (ax)
3,4
4
b
6
δ
δ
3
1
7.65 m
7.52 m
7.30 m
5.58 m
5.38 m
4.32 m
4.20 m
4.04 m
4.02 m
3.64 dq
2.60 m
2.59 s
2.54 s
2.26 m
1.95 m
1.87 dd
1.64 dd
1.64 m
1.53 m
1.29 m
1.18 dd
n
β
P
δ
Rh
N
α
γ
c c
δC
JHH [Hz] nJPH [Hz]
6.6
6.6
7.1
7.2
1.9
0.5
17.6
14.3
E
B
A
D
C
F
α
α
a
δ
β
β
γ
γ
c (eq)
c (ax)
5
4
3
2
b
6
1
148.80
136.38
133.20
133.13
130.73
125.17
92.01
87.22
72.95
67.57
65.65
56.40
53.83
53.55
51.57
49.64
46.51
38.51
37.11
35.46
26.68
18.15
14.80
n
JCP [Hz]
15.3
1.3
2.3
9.2
5.1
23.9
6.1
5.6
5.6
5.3
2.3
2.0
1.8
26.2
4.1
1.5
30.0
3.8
8.1
2.5
n
JRhC [Hz]
1.3
8.9
9.7
1.8
11.3
9.9
1.3
2.0
1.8
1.5
1.5
1.0
-
111
Tabelle 54: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S,RR)-33:
(S,RR)-33
CD2Cl2
3 4
B
1
A
5
6
H
2
C
F
D E a
b
δH
n
A
B,C
D
12
7.66 m
7.55 m
7.28 m
5.76 dddd
13s
4.74 dddd
13a
11s
a
c (eq)
2,5
11a
c (ax)
4,3
b
6
1
3.84 ddd
3.79 dm
3.53 q
3.29 s
2.85 m
2.53 dm
2.48 s
2.4; 1.9 m
1.87 d
1.18 dd
0.99 dd
14.1, 7.7,
6.9
7.7, 2.4,
0.7
14.1, 0.7
6.5
6.6
12.3
6.6
6.9
7.1
major
JHH [Hz]
δH
n
A
B,C
D
12
7.66 m
7.55 m
7.28 m
5.91 dddd
13s
4.68 dddd
13a
a
11s
3.98 ddd
3.47 q
3.39
c (eq)
11a
2,5
c (ax)
4,3
b
6
1
3.26 s
2.89 dm
2.85 m
2.62 s
2.4; 1.9 m
1.67 d
1.39 dd
0.91 dd
14.2, 7.8,
6.8
7.8, 2.3,
0.8
14.2, 1.0
6.6
6.8, 3.8,
1.9
12.9
6.6
6.9
7.1
minor
JHH [Hz]
n
N
H
13a
c c
5.5
9.2
20.3
15.8
5.3
9.0
20.0
15.9
H
13s
δC
E
D
C
A
B
F
12
13
a
c (eq)
c (ax)
11
2,5
2,5
4,3
4,3
b
6
1
E
D
C
A
B
12
F
13
a
c (eq)
c (ax)
11
2,5
2,5
4,3
4,3
b
6
1
n
JCP [Hz]
147.84
135.41
132.95
132.49
129.81
121.61
122.68
82.91
73.35
58.47
51.68
51.33
41.31
39.96
37.70
35.73
25.22
19.29
15.33
δC
JPH [Hz]
12.0
11s
H 12
Pd
JPH [Hz]
12.2
n
H
11a
P
147.86
135.43
132.93
132.47
129.72
122.67
121.21
84.76
73.40
59.38
51.52
51.50
41.12
40.80
37.67
35.78
24.66
19.08
15.77
14.8
1.0
2.3
9.7
5.6
24.4
5.1
27.2
5.9
1.5
2.3
27.2
27.0
1.0
6.1
4.6
12.7
3.3
n
JCP [Hz]
14.2
2.3
9.4
5.3
5.3
24.4
26.7
5.1
2.0
1.5
27.2
27.0
7.1
3.3
12.2
3.8
112
Tabelle 55: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (R,RR)-33:
(R,RR)-33
CD2Cl2
3 4
B
1
A
5
6
H
2
C
F
D E a
b
δH
n
A
B,C
D
12
7.60 m
7.54 m
7.28 m
5.82 dddd
13s
13a
11s
a
c (eq)
2,5
c (ax)
11a
4,3
b
6
1
4.68 ddd
4.06 dd
3.92 d
3.45 q
3.26 s
2.80 m
2.69 s
2.39 dm
2.4; 1.9 m
1.61 d
1.28 dd
1.20 dd
15.0, 7.9,
6.9
7.9, 2.4,
15.0
7.0
6.8
13.0
6.7
6.9
7.2
major
δH
n
A
B,C
D
12
7.60 m
7.54 m
7.28 m
5.83 dddd
13s
13a
11s
a
c (eq)
11a
2,5
c (ax)
4,3
b
6
1
4.76 ddd
3.81 dd
3.52 d
3.45 q
3.28 s
2.95 dm
2.8 m
2.52 s
2.4; 1.9 m
1.81 d
1.43 dd
1.08 dd
14.1, 7.8,
6.8
7.8, 2.4
14.1
6.9
6.8
12.9
minor
•
JHH [Hz]
JHH [Hz]
Zuordnung unsicher
6.7
7.0
7.2
n
P
N
H
13a
c c
5.2
9.1
19.9
15.3
5.8
9.4
19.8
15.3
H
13s
δC
E
A
B
C
D
F
12
13
a
c (eq)
c (ax)
11
2,5
5,2
3,4
4,3
b
6
1
E
A
D
B
C
F,12
13
a
c (eq)
11
c (ax)
2,5
5,2
3,4
4,3
b
6
1
n
148.01
135.94
135.70
132.85
129.69
*
122.83
84.13
73.20
59.23
51.68
50.97
44.10
40.84
37.60
36.42
25.75
17.97
14.06
δC
JPH [Hz]
12.2
11s
H 12
Pd
JPH [Hz]
11.4
n
H
11a
147.78
135.94
132.28
129.73
121.65
*
83.45
73.11
58.14
51.79
51.36
44.10
41.95
37.67
36.78
26.05
18.02
14.06
JCP [Hz]
14.5
2.4
5.4
5.0
26.9
1.8
1.8
26.3
27.3
1.5
4.9
10.1
3.0
n
JCP [Hz]
2.3
9.4
5.4
5.5
27.3
26.3
26.7
1.3
4.9
9.8
3.0
113
Tabelle 56: 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopische Daten von (S,RR)-34 und (R,RR)-34:
(S,RR)-34
(R,RR)-34
CD2Cl2
3 4
B
A
1
5
6
2
C
F
D E a
b
P
PdCl2
N
c
c
(S,RR)-34
δH
A
B,C
D
2
a
c (eq)
5
c (ax)
3
b
6
4
1
n
7.64 m
7.52 m
7.20 m
3.66 m
3.26 dq
3.11 s
2.82 m
2.63 d
2.20 m
1.97 d
1.74 dd
1.74 m
0.90 dd
JHH [Hz]
n
6.4
2.0
6.1
6.9
7.1
δC
JPH [Hz]
2.5
19.6
17.3
E
A
C
D
B
F
a
c (eq)
c (ax)
5
4
2
3
b
6
1
n
146.69
133.62
132.73
131.41
129.60
121.10
72.88
56.40
53.11
42.91
36.90
36.80
36.11
25.94
18.25
15.05
JCP [Hz]
12.2
2.3
8.4
5.9
27.5
6.6
2.0
34.1
33.1
4.1
4.1
6.1
1.3
(R,RR)-34
CD2Cl2
δH
D
B,C
A
2
a
c
c
5
3
4
3´
b
6
1
7.59 m
7.49 m
7.17 m
3.78 m
3.19 dq
3.13 s
2.65 d
2.46 m
2.34 m
2.25 m
1.91 m
1.85 d
1.67 dd
1.23 dd
n
JHH [Hz]
6.4
6.4
6.9
7.3
n
δC
JPH [Hz]
2.6
1.5
19.2
16.3
E
A
C
D
B
F
a
c
c
5
2
4
3
b
6
1
146.56
133.88
132.59
131.20
129.59
122.46
72.66
55.99
52.88
45.88
40.71
37.89
36.88
26.59
16.42
14.
n
JCP [Hz]
12.7
2.5
8.7
5.9
27.7
6.9
1.0
33.1
34.1
3.1
3.8
4.1
1.3
114
10.2
Kristallographische Daten der Verbindungen:
Tabelle 57: Kristallographische Daten für die Rhodiumkomplexe (R)-18 und (R)-18a.
Verbindung
(R)-18
(R)-18a
Formel
C30H26F16NP2Rh
C30H36F6NP2Rh
Kristallsystem
orthorhombisch
triclin
Raum-Gruppe
P212121
P1
a (Å)
11.524(2)
10.0392(13)
b (Å)
12.1687(2)
11.1018(14)
c (Å)
23.8464(3)
13.702(2)
(α)
90
94.243(10)
(β)
90
96.885(10)
90
99.963(10)
V (Å )
3344.12
1486.2(3)
Z
4
2
D(ber.) (g cm-3)
1.727
1.541
Strahlungsquelle
Mo-Kα
Mo-Kα
Wellenlänge (Å)
0.71073
0.71073
T (K)
294(2)
294(2)
Diffraktometer
Siemens P3
Siemens P3
Theta Bereich(°)
2.00 – 50.01
2.08 – 27.50
Indices
0 ≤ h ≤ 13
-13 ≤ h ≤ 13
-14 ≤ k ≤ 14
-14 ≤ k ≤ 14
-28 ≤ l ≤ 28
-17 ≤ l ≤ 17
gemessene Reflexe
13024
14432
unabhängige Reflexe
5890
13652
R(int)
0.0395
0.0184
,! 4472
11498
0.72
0.741
R1 (alle Daten)
0.0572
0.0470
wR2 (alle Daten)
0.0672
0.0919
0.872
1.026
482
803
(χ)
3
PP-1)
Güte des Fits F
2
Parameter
∆E = (e Å-3)
Flack Parameter
0.484 / –0.406
-0.02 (3)
0.01(2)
115
Tabelle 58: Kristallographische Daten der Aminosäurederivate.
Verbindung
21·H2O
(R,S)-26·H2O
30b*2 H2O
Formel
C9H12FNO3
C16H25FN2O5
C20H22NO4As
Kristallsystem
triclin
orthorhombisch
orthorhombisch
Raum-Gruppe
P1
P212121
Pbca
a (Å)
6.0819(12)
6.8070(10)
9.7128
b (Å)
6.815(2)
10.647(2)
10.6018
c (Å)
11.645(3)
24.297(4)
38.2188
(α)
79.82(2)
90
90
(β)
77.90(2)
90
90
(χ)
86.50(2)
90
90
V (Å3)
464.4(2)
1760.8(5)
3935.51
Z
2
4
8
D(ber.) (g cm-3)
1.439
1.299
1.402
Strahlungsquelle
Mo-Kα
Mo-Kα
Mo-Kα
Wellenlänge (Å)
0.71073
0.71073
0.71073
T (K)
293(2)
295(2)
295(2)
Diffraktometer
Siemens P3
Siemens P3
Siemens P3
Theta Bereich(°)
2 – 30.06
2 – 27.50
2 – 39.99
Indices
0≤h≤8
–8 ≤ h ≤ 8
0≤h≤9
–9 ≤ k ≤ 9
–3 ≤ k ≤ 13
–10 ≤ k ≤ 10
–16 ≤ l ≤ 16
–31 ≤ l≤ 31
–36 ≤ l ≤ 36
gemessene Reflexe
4785
9350
6423
unabhängige Reflexe
2736
4049
1837
R(int)
0.0164
0.0216
0.0258
,! 2182
3389
1252
0.120
0.103
1.75
R1 (alle Daten)
0.048
0.034
0.0473
wR2 (alle Daten)
0.1310
0.0896
0.0534
Güte des Fits F2
0.961
1.001
0.880
Parameter
177
263
243
∆E = (e Å )
0.518 / –0.484
0.218 / –0.161
Flack Parameter
-
–0.4(7)
PP-1)
-3
-
116
Tabelle 59: Kristallographische Daten der DuPHAMIN-Komplexe.
Verbindung
(R,RR)-31
(S,RR)-31
(S,RR)-33
(R,RR)-34
Formel
C24H38F6NP2Rh
C24H38F6NP2Rh
C19H32F6NP2Pd
C16H26Cl2NPPd
Kristallsystem
orthorhombisch
trigonal
orthorhombisch
orthorhombisch
Raum-Gruppe
C2221
P3112
P212121
P212121
a (Å)
9.853(2)
10.1362(13)
8.4525(10)
7.0426(9)
b (Å)
17.735(3)
10.1362(13)
13,3181(24)
14.6115(21)
c (Å)
29.904(5)
44.621(6)
20.7546(21)
17,9717(28)
(α)
90
90
90
90
(β)
90
90
90
90
(χ)
90
90
90
90
V (Å3)
5225.6(15)
3970.3(9)
2336,37
1849.34
Z
8
6
4
4
D(ber.) (g cm-3)
1.575
1.554
1.580
1.583
Strahlungsquelle
Mo-Kα
Mo-Kα
Mo-Kα
Mo-Kα
Wellenlänge (Å)
0.71073
0.71073
0.71073
0.71073
T (K)
295(2)
295(2)
295(2)
293(2)
Diffraktometer
Siemens P3
Siemens P3
Siemens P3
Siemens P3
Theta Bereich (°)
2.30 – 30.00
2.32 – 25.00
2.03 – 28.30
2.00 – 31.50
Indices
–13 ≤ h ≤ 13
–12 ≤ h ≤ 9
–9≤ h ≤ 10
–9≤ h ≤ 9
–24 ≤ k ≤ 24
–9 ≤ k ≤ 12
–14 ≤ 16
–20 k ≤ 20
–42 ≤ l ≤ 42
–53 ≤ l ≤ 53
–22 ≤ 25
–25 l ≤ 25
8374
15557
4366
6120
unabhängige Reflexe 7623
4648
3814
5386
R(int)
0.0179
0.0279
0.0271
0.0131
,! 6821
4444
3647
4924
µ(mm-1)
0.833
0.822
8.19
1.37
R1 (alle Daten)
0.0361
0.0303
0.0372
0,0323
0.0727
0.0695
0.0970
0.0728
0.965
1.043
1.067
1.002
Parameter
314
350
305
195
∆E = (e Å-3)
0.429 / –0.590
0.379 / –0.391
0.45 / –0.30
0.29 / –1.15
Flack Parameter
-0.02(2)
-0.01(3)
-0,03(1)
-0.02(2)
gemessene Reflexe
wR2 (alle Daten)
Güte des Fits on F
2
117
11 Durchführung der Experimente:
11.1
Arbeitsmethoden:
Die im Rahmen dieser Arbeit beschriebenen Reaktionen wurden falls notwendig unter Feuchtigkeitsausschluss, in Argon- oder Stickstoffatmosphäre bei Verwendung von StandardSchlenktechniken durchgeführt. Besondere Sorgfalt wurde bei der Manipulation von primären
und sekundären Phosphanen als auch Alkalimetallphosphaniden angewandt. Alle eingesetzten
Chemikalien und Lösungsmittel wurden gegebenenfalls unter Anwendung von Standardmethoden gereinigt, getrocknet und mit trockenem Schutzgas gesättigt. Die eingesetzten Stoffe
wurden als Handelschemikalien von den Firmen Aldrich, Fluka, Fluorochem, Lanchaster, Jülich-Fine-Chemicals und Riedel de Haaen bezogen. Die bekannten Ausgangsverbindungen, 1Dimethylamino-1-phenylethan225, (Et2N)2PCl, Et2NPCl2, das zyklische Sulfat vom (S,S)-2,5Hexandiol ((S,S)-D)19, AMPHOS ((R)-A)35, (R)-Prolinol134, Diphenylvinylphosphan226,227, Diphenylphosphan228 und Diphenylarsan229, wurden nach den entsprechenden Literaturvorschriften hergestellt. Das verwendete (CF3)2PBr und das (C6F5)2PBr wurde freundlicherweise
von Herrn Dr. B. Hoge zur Verfügung gestellt.
Die Charakterisierung und Untersuchung der Substanzen erfolgte mit folgenden Geräten:
1
H-NMR-Spektren:
Varian EM 390
Messfrequenz 90.00 MHz
Bruker Avance DRX 200
Messfrequenz 200.13 MHz
Bruker Avance 250
Messfrequenz 250.13 MHz
Bruker ARX 400
Messfrequenz 400.13 MHz
19
F-NMR-Spektren:
Varian EM 390
Messfrequenz 84.67 MHz
Bruker Avance 250
Messfrequenz 235.36 MHz
Bruker ARX 400
Messfrequenz 376.50 MHz
13
C-NMR-Spektren:
Bruker Avance 250
Messfrequenz 62.90 MHz
Bruker ARX 400
Messfrequenz 100.63 MHz
31
P-NMR-Spektren:
Jeol FX 90 Q
Messfrequenz 36.20 MHz
Bruker Avance DRX 200
Messfrequenz 80.99 MHz
Bruker Avance 250
Messfrequenz 100.61 MHz
Bruker ARX 400
Messfrequenz 161.98 MHz
Massenspektren:
Varian MAT 311 A, 70 eV Ionisierungsenergie
Elementaranalysen: C, H Perkin Elmer 240B
C, H, N, P, Fa. Beller Theaterstraße 23, 37004 Göttingen
Drehwerte:
Perkin Elmer Polarimeter 241
118
11.2
Synthese von o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenylphosphonigsäurebisdiethylamid (S)-1 und (R)-1:
Zu 6.91 g (46.3 mmol) (R)-1-Dimethylamino-1-phenylethan in 50 mL nPentan werden 29.0
mL einer 1.6M Lösung von tBuLi in Pentan gegeben. Das Reaktionsgemisch wird anschließend 14 h bei 20 °C gerührt. Die so erhaltene braun-rote Suspension wird bei 0 °C zu 8.86 g
(42.1 mmol) (Et2N)2PCl in 30 mL Diethylether getropft. Nach Filtration des LiCl wird das
Filtrat eingeengt und der Rückstand im Vakuum destilliert (Sdp.: 92 °C, 0.1 mbar). (S)-1 wird
analog ausgehend von (S)-1-Dimethylamino-1-phenylethan erhalten.
Ausbeute: 11.1 g (74 %)
MS m/z (%)[Fragment]: 332 (13) [M+], 308 (6) [M+-CH3], 294 (74) [M+-C2H5], 264 (22)
[M+-NMe3], 251 (100) [M+-N(C2H5)2]
(R)-1 [α]20D = 33.3° (c = 1.3 CH2Cl2), (S)-1 [α]20D = –32.6° (c = 1.1, CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für: C18H34N3P:
gef.:
(R)-1
(S)-1
11.3
C 65.84 % H 10.59 % N 12.99 %
C 65.46 % H 9.99 % N 12.70 %
C 65.50 % H 10.02 % N 12.74 %
Synthese von o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenylphosphonigsäurediethylester (S)-2 und (R)-2:
In 40 mL Ethanol werden 10.9 g (33.9 mmol) (R)-1 gelöst und 48 h auf 60 °C erwärmt. Nach
Abziehen der flüchtigen Anteile und Destillation des Rückstands (Sdp.: 76 °C, 0.1 mbar) erhält man (R)-2 als farblose Flüssigkeit. (S)-2 wird analog ausgehend von (S)-1 erhalten.
Ausbeute: 8.96 g (98 %)
MS m/z (%)[Fragment]: 269 (34) [M+], 254 (9) [M+-CH3], 240 (100) [M+-C2H5], 224 (17)
[M+-OC2H5], 210 (22) [M+-NMe3]
(R)-2 [α]20D = 44.0° (c = 1.1, CH2Cl2), (S)-2 [α]20D = –44.1° (c = 1.0 CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für C14H24NO2P:
gef.:
(R)-2
(S)-2
11.4
C 62.44 % H 8.98 % N 5.20 % P 11.50 %
C 61.92 % H 8.64 % N 5.03 % P 11.75 %
C 62.22 % H 9.03 % N 5.35 % P 12.00 %
Synthese von o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenylphosphan
(S)-3 und (R)-3:
Mit einer Spritze werden 8.96 g (33.4 mmol) (R)-2 zu 1.27 g (33.4 mmol) LiAlH4 in 80 mL
THF bei –30 °C getropft. Nach Erwärmen der Reaktionslösung auf 20 °C wird die Suspension
noch 4 h gerührt. Anschließend wird das Reaktionsgemisch mit 20 mL Wasser hydrolysiert,
die organische Phase abgetrennt und das Lösungsmittel abdestilliert. Der ölige Rückstand
wird in 20 mL THF aufgenommen, mit 2.42 g Kalium versetzt und diese Lösung 4 h am
119
Rückfluss erhitzt. Nach Zugabe von 10 mL Methanol werden alle flüchtigen Anteile
abgezogen. Die Destillation des Rückstands ergibt (S)-3 als farblose Flüssigkeit (Sdp.: 69 °C,
0.1 mbar). (S)-3 wird auf analoge Weise aus (S)-2 dargestellt.
Ausbeute: 4.59 g (76 %)
MS m/z (%)[Fragment]: 181(100) [M+], 166 (16) [M+ –CH3], 148 (12) [M+ –PH2], 137 (95)
[M+ –NMe2], 109 (80) [PhPH2+], 72 (82) [M+ –PhPH2]
(R)-3: [α]20D = 73.3° (c = 1.1, CH2Cl2), (S)-3: [α]20D = –74.4° (c = 1.1, CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für C10H16NP:
gef.:
(R)-3
(S)-3
11.5
C 66.28 % H 8.90 % N 7.73 %
C 65.62 % H 8.70 % N 7.60 %
C 65.96 % H 8.85 % N 7.53 %
Synthese des Binaphtolphosphonits (R,R)-4:
Zu einer Suspension von 1.53 g (5.34 mmol) (R)-2,2´-Binaphtol in trockenen Toluol werden
1.72 g (5.34 mmol) (R)-1 über eine Spritze zugetropft, worauf sich eine klare Lösung bildet.
Diese Lösung wird 2 h bei 80 °C gerührt und anschließend alle flüchtigen Bestandteilen im
Vakuum (40 °C, 0.01 mbar) entfernt. Das Phosphonit (R,R)-4 wird so als farbloser Feststoff in
reiner Form erhalten.
Ausbeute: 2.45 g (99 %)
MS m/z (%)[Fragment]: 463(22) [M+], 448 (100) [M+ –CH3], 419 (93) [M+ –NMe2],
(R,R)-4: [α]20D = –19.8° (c = 0.95, CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für C30H26NO2P:
gef.:
11.6
C 77.74 % H 5.65 % N 3.02 % P 6.68 %
C 77.48 % H 5.76 % N 3.12 % P 6.82 %
Synthese des Rhodium-(I)-Komplexes (R,R)-5:
In 5 mL Aceton werden 102 mg (0.20 mmol) [CODRhCl]2 vorgelegt und anschließend 188
mg (0.41 mmol) (R,R)-4 zugegeben. Nach 15 min. werden 76 mg (0.41 mmol) KPF6 in
Aceton zugegeben und die tiefrote Reaktionslösung 15 min. gerührt. Nach Filtration des KCl
wird das Filtrat von allen flüchtigen Bestandteilen befreit. Der Rückstand wird in 2 mL
CH2Cl2 aufgenommen und diese Lösung mit 5 mL Diethylether überschichtet. Der RhodiumKomplex (R,R)-5 kristallisiert nach 24 h aus dieser Lösung in Form roter mikrokristalliner
Blättchen.
Ausbeute: 327 mg (98 %)
(R,R)-5: [α]20D = –64.0° (c = 0.25, CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für C38H38NO2F6P2Rh: C 55.69 % H 4.67 % N 1.71 % P 7.56 %
gef.:
C 55.49 % H 4.56 % N 1.65 % P 7.67 %
120
11.7
Synthese der zwei Diastereomere des DuPHAMINs
(R,RR)-6 und (S,RR)-6:
Zu einer Lösung von 2.87 g (15.8 mmol) (R)-3 in 70 mL THF werden bei 0 °C 10 mL einer
1.6M Lösung von nBuLi in nHexan gegeben und diese Lösung wird 30 min bei 20 °C gerührt.
Nach Zugabe einer Lösung von 2.88 g (15.8 mmol) zyklischem Sulfat des (S,S)-2,5-Hexandiols (S,S)-D in 10 mL THF wird 30 min gerührt. Anschließend werden 15 mL einer 1.6M
Lösung von nBuLi in nHexan zugegeben und die Lösung wird abermals 30 min. gerührt. Zur
Beseitigung von überschüssigem nBuLi werden 10 mL Methanol zugetropft und anschließend
alle flüchtigen Anteile im Vakuum abgezogen. Die Destillation des Rückstands (Sdp.: 100 °C,
0.001 mbar) liefert (R,RR)-6 als klare Flüssigkeit. (S,RR)-6 wird auf analoge Weise ausgehend
von (S)-3 erhalten.
(R,RR)-6 Ausbeute: 1.10 g (68 %). (S,RR)-6 Ausbeute: 3.40 g (82 %).
MS m/z (%)[Fragment]: 263(45) [M+], 248(51) [M+ –Me], 220(23) [M+ –NMe2], 178(100)
[M+ –C6H12]
(R,RR)-6: [α]20D = +57.5° (c = 1.1, CH2Cl2), (S,RR)-6 [α]20 D = –158.7° (c = 1.5, CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für C16H26NP:
gef.:
(R,RR)-6
(S,RR)-6
11.8
C 72.97 % H 9.95 % N 5.32 % P 11.76 %
C 72.74 % H 10.00 % N 5.31 % P 11.51 %
C 72.92 % H 9.88 % N 5.33 % P 11.63 %
Synthese des Bis-(o-(1-Dimethylaminoethyl)-phenyl)phosphinigsäure-diethylamids (R,R)-7 und (S,S)-7:
Zu einer Lösung von 30.0 g (201 mmol) (R)-1-Dimethylamino-1-phenylethan in 250 mL Pentan werden 125 mL einer 1.6M Lösung von tBuLi in Pentan zugetropft. Nach 14h Rühren bei
20 °C wird die braun-rote Suspension zu einer auf 0 °C gekühlten Lösung von 37.4 g (199
mmol) (Et2N)PCl2 in 50 mL Diethylether getropft. Das Reaktionsgemisch wird nun über 12 h
stehen gelassen, anschließend die überstehende Lösung vom LiCl dekantiert und im Vakuum
vom Lösungsmittel befreit. Der ölige Rückstand wird im Vakuum destilliert (Sdp.: 180 °C,
0.001 mbar). (S,S)-7 wird auf gleiche Weise ausgehend von (S)-1-Dimethylamino-1-phenylethan dargestellt.
Ausbeute: 65.2 g (82 %)
(S,S)-7 [α]20D = –35.9° (c = 1.0, CH2Cl2), (R,R)-7 [α]20D = 35.2° (c = 1.0, CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für C24H38N3P:
gef.:
(R,R)-7
(S,S)-7
C 72.15 % H 9.59 % N 10.52 % P 7.75 %
C 71.63 % H 9.36 % N 10.25 % P 7.53 %
C 71.82 % H 9.23 % N 10.41 % P 7.72 %
121
11.9
Synthese des sekundären P,N2-Phosphans (R,R)-8 und (S,S)-8:
Eine Lösung von 20.2 g (50.6 mmol) (R,R)-7 in 80 mL THF wird mit 4.0 g (102 mmol) Kalium versetzt und auf 60 °C erwärmt. Nach vollständigem Auflösen des Kaliums (ca. 15 min)
wird auf 20 °C abgekühlt und das Reaktionsgemisch mit 200 mL Wasser hydrolysiert. Das sekundäre Phosphan wird durch Extraktion mit Diethylether als Rohprodukt erhalten. Vor weiterer Aufreinigung durch Destillation muss sorgfältigst jede Spur von Kaliumhydroxid durch
mehrfaches Waschen einer Lösung von 8 in 80 mL Pentan mit Wasser entfernt werden.
Anschließend wird das Phosphan (R,R)-8 im Vakuum destilliert (Sdp.: 205 °C, 0.001 mbar).
(S,S)-8 wird auf gleiche Weise ausgehend von (S,S)-7 synthetisiert.
Ausbeute: 12.9 g (78 %)
MS m/z (%)[Fragment]: 328(1) [M+], 284(96) [M+ –NMe2], 269 (100) [M+ –NMe3], 238
(43)[M+ –2 NMe2- 2H]
(R,R)-8 [α]20D = 51.8° (c = 1.0, C6H6), (S,S)-8 [α]20D = –52.7° (c = 1.0, C6H6)
Elementaranalyse:
ber. für C20H29N2P:
gef.:
(R,R)-8
(S,S)-8
C 73.14 % H 8.90 % N 8.53 % P 9.43 %
C 73.25 % H 8.86 % N 8.34 % P 9.58 %
C 72.83 % H 8.69 % N 8.02 % P 9.89 %
11.10 Synthese des (P,N2)2-Phosphans (R,R,R,R)-9 und (S,S,S,S)-9:
Zu einer Lösung von 2.81 g (8.56 mmol) des sekundären Phosphans (R,R)-8 werden 5.4 mL
einer 1.6M Lösung von nBuLi in Hexan getropft. Anschließend wird die Reaktionslösung 15
min. gerührt. Zu der tiefroten Lösung des Phosphanids werden nun 0.42 g (5.56 mmol) 1,2Dichlorethan getropft und weitere 15 min. gerührt. Das Reaktionsgemisch wird von allen
flüchtigen Bestandteilen befreit und in 30 mL Diethylether aufgenommen. Die organische
Phase wird dreimal mit 15 mL Wasser gewaschen, das Lösungsmittel abgezogen und der
Rückstand in 30 mL iPropanol/Wasser (1/1) aufgenommen, unter Erwärmen gelöst und zum
Kristallisieren bei 20 °C 1-2 d stehen gelassen. Filtration ergibt (R,R,R,R)-9 als farblosen kristallinen Feststoff. (S,S,S,S)-9 wird analog ausgehend von (S,S)-8 erhalten.
Ausbeute: 2.54 g (87 %).
MS m/z (%)[Fragment]: 682 (8) [M+], 622 (3) [M+ –NMe3], 355(27) [M+ –8], 327 (100) [8+ –
H], 268 (98) [8+ –H –NMe3]
(R,R,R,R)-9 [α]20D = 21.9° (c = 0.96, CH3OH), (S,S,S,S)-9 [α]20D = –21.8° (c = 1.0, CH3OH)
Elementaranalyse:
ber. für C42H60N4P2
gef.
(R,R,R,R)-9
(S,S,S,S)-9
C 73.87 % H 8.86 % N 8.20 % P 9.07 %
C 73.75 % H 8.62 % N 8.05 % P 8.83 %
C 74.24 % H 9.06 % N 8.29 % P 9.51 %
122
11.11 Synthese des (P,N2)2-Phosphans (S,S,S,S)-10:
Eine Lösung von 2.1 g (6.40 mmol) (S,S)-8 in 30 mL DME wird mit 1.0 g (8.31 mmol)
KOtBu versetzt und 30 min. gerührt. Unter Eiskühlung gibt man über 15 min. eine Lösung
von 0.64 g (3.19 mmol) 1,3-Dibrompropan in 5 mL DME zu und rührt 1 h nach. Nach Zugabe
von 10 mL Wasser werden im Vakuum alle flüchtigen Bestandteile entfernt, der Rückstand
wird in 20 mL Diethylether aufgenommen und dreimal mit 20 mL Wasser gewaschen. Das
Phosphan wird durch Zugabe von 20 mL von einer 2M HCl-Lösung in Diethylether als Tetrahydrochlorid gefällt, filtriert und aus Aceton/Wasser (8/1) kristallisiert.
Ausbeute: 1.76 g (63 %)
MS m/z (%)[Fragment]: 696(5) [M+]: 637 (6) [M+ –NMe3], 369(4) [M+ –8], 327(100) [8+ –H],
82 (46) [8+ –H –NMe2], ], 268 (34) [8+ –H –NMe3]
(S,S,S,S)-10*(HCL)4 [α]20D = 56.97° (c = 1.0, CH3OH)
Elementaranalyse:
ber. für C43H66Cl4N4P2*(H2O)4
gef.
C 58.77 % H 8.03 % N 6.38 %
C 58.33 % H 7.84 % N 6.16 %
11.12 Synthese des P,P´,N2-Phosphans (S,S)-11:
Zu einer Lösung von 1.60 g (4.87 mmol) (S,S)-8 und 1.03 g (4.87 mmol) Diphenylvinylphosphan in 15 mL tButanol werden 0.55 g (4.87 mmol) KOtBu gegeben und 12h gerührt. Anschließend wird das Lösungsmittel im Vakuum entfernt, der Rückstand in 10 mL Diethylether
aufgenommen und dreimal mit 15 mL Wasser gewaschen. Das Hydrochlorid (R,R)-11*(HCl)3
wird durch Zugabe von 10 mL von einer 2M HCl-Lösung in Diethylether gefällt. Filtration
und anschließende Trocknung im Vakuum ergibt das Produkt als farblosen Feststoff
Ausbeute: 2.63 g (83 %)
MS m/z (%)[Fragment]: 540(7) [M+], 495 (6) [M+ –HNMe2], 480 (13) [M+ –HNMe3] 355
(16)[M+ –8], 327 (100) [8+]
(S,S)-11 ([α]20D = –21.26° (c = 1.1, CH3OH)
Elementaranalyse:
ber. für C34H45Cl3N2P2:
gef.
C 62.82 % H 6.98 % N 4.31 % P 9.53 %
C 62.46 % H 7.11 % N 4.16 % P 9.23 %
11.13 Synthese des polymergebundenen P,N2-Phosphans (R,R)-12:
0.33 g (1.0 mmol) des sekundären Phosphans (R,R)-8 werden zu einer Suspension von 39 mg
(1.0 mmol) Kalium in 15 mL THF getropft und 1 h bei 20 °C gerührt. Zu der rot gefärbten
Lösung des Kaliumphosphanides (R,R)-8a wird anschließend 1.0 g Merrifield-Polymerharz (1
mmol Chlorid/g Polymer) gegeben und die Reaktionsmischung 12 h bei 20 °C langsam gerührt. Nach Zugabe von 5 mL Wasser wird das polymergebundene Phosphan filtriert und
mehrfach mit Wasser und CH2Cl2 gewaschen. Nach 24 h Trocknung im Vakuum (20 °C, 0.1
mbar) wird (R,R)-12 als farbloser Feststoff erhalten.
123
Ausbeute: 1.26 g (99 %).
Elementaranalyse:
ber. für C110H122N2P
gef.:
C 86.07 % H 8.05 % N 2.05 % P 3.62 %
C 85.74 % H 7.85 % N 2.20 % P 3.76 % Cl <0.2 %
11.14 Synthese des polymergebundenen Rhodium-(I)-Komplexes (R,R)-15:
Zu einer Suspension von 130 mg (0.10 mmol) (R,R)-12 in CH2Cl2 werden 40.1 mg (0.1
mmol) [COD2Rh]BF4 gegeben und die Reaktionsmischung vorsichtig gerührt. Nach 12 h wird
das Polymerharz abfiltriert, mehrfach mit CH2Cl2 und Methanol gewaschen und anschließend
im Vakuum getrocknet.
Ausbeute: 171 mg (98 %)
(R,R)-13: Elementaranalyse:
ber. für C118H136F6N2P2Rh C 76.18 % H 7.47 % N 1.49 %
gef.:
C 77.05 % H 7.94 % N 1.65 %
11.15 Synthese des Bispentafluorphenylphosphan-Liganden (R)-17:
Eine Lösung von 0.54 g (3.7 mmol) (R)-1-Dimethylamino-1-phenylethan in 8.0 mL Pentan
wird mit 2.2 mL einer 2M Lösung von tBuLi in Pentan versetzt und danach 12 h gerührt. Zu
der rotbraunen Suspension werden bei –78 °C 1.65 g (3.7 mmol) (C6F5)2PBr über eine Spritze
zugeführt und das Reaktionsgemisch über einen Zeitraum von 45 min. auf RT erwärmt. Die
Reaktionslösung wird dreimal mit 15 mL Wasser gewaschen und anschließend werden alle
flüchtigen Bestandteile im Vakuum abgezogen. Der zurückbleibende Feststoff wird in 5 mL
Diethylether aufgenommen und das Hydrochlorid (R)-17*HCl durch Zugabe von 2 mL HCl
in Diethylether (2M) gefällt. Der durch Filtration erhaltene farblose Feststoff wird in 2 mL
Wasser aufgenommen und diese Lösung mit ges. NaHCO3-Lösung neutralisiert. Das
Phosphan (R)-17 wird mit CH2Cl2 extrahiert und anschließend im Vakuum destilliert (Sdp.:
195 °C, 0.01 mbar).
Ausbeute: 1.42 g (75 %)
(R)-17: [α]20D= –63.9 (c = 1.0, CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für C22H14F10NP
gef.
C 51.48 % H 2.75 % N 2.73 %
C 51.16 % H 2.46 % N 2.91 %
11.16 Synthese des Rhodium-(I)-Komplexes (R)-18:
Zu einer Suspension von 40.3 mg (0.082 mmol) [CODRhCl]2 in 10 mL CH2Cl2 werden 84.1
mg (0.160 mmol) von (R)-17 gelöst in 2 mL CH2Cl2 zugetropft und die Reaktionsmischung
20 min. gerührt. Nach Zugabe von 42.9 mg (0.17 mmol) AgPF6 in 3 mL Wasser wird nach
kräftigem Rühren filtriert und das Filtrat im Vakuum von allen flüchtigen Bestandteilen befreit. Der rotbraune Feststoff wird in 2 mL CH2Cl2 aufgenommen und vorsichtig mit 5 mL Diethylether überschichtet. Nach 24 h fällt (R)-18 in Form von dunkelroten Kristallen an.
124
Ausbeute: 123 mg (86 % )
(R)-18: [α]20D = –33.6 (c = 1.0, CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für C30H26F16NP2Rh:
gef.:
C 41.45 % H 3.01 % N 1.61 %
C 41.31 % H 2.83 % N 1.48 %
11.17 Synthese des Rhodium-(I)-Komplexes von (R)-AMPHOS (R)-18a:
Zu einer Suspension von 50.0 mg (0.10 mmol) [CODRhCl]2 in 10 mL CH2Cl2 werden 67.6
mg (0.20 mmol) von (R)-A in 2 mL CH2Cl2 zugetropft und die Reaktionsmischung wird 20
min. gerührt. Nach Zugabe von 55.3 mg (0.30 mmol) KPF6 in 3 mL Wasser wird 2 h kräftig
gerührt. Anschließend wird die organische Phase abgetrennt und zweimal mit 4 mL Wasser
gewaschen. Anschließend werden im Vakuum alle flüchtigen Bestandteile entfernt. Der rotbraune Feststoff wird in 2 mL CH2Cl2 aufgenommen und mit 5 mL Diethylether überschichtet. Nach 24 h fällt (R)-18a in Form von dunkelroten Kristallen an.
Ausbeute: 130 mg (93 %)
(R)-18a: [α]20D = –25.1 (c = 1.0, CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für C30H36F6NP2Rh:
gef.:
C 52.26 % H 5.26 % N 2.03 %
C 51.87 % H 5.14 % N 1.93 %
11.18 Synthese des Palladiumdichloro-Komplexes (R)-19:
Zu einer Lösung von 72.0 mg (0.22 mmol) K2PdCl4 in 4 mL Wasser werden 65.2 mg (0.195
mmol) (R)-17 gelöst in 5 mL CH2Cl2 gegeben und die Reaktionsmischung 4 h kräftig gerührt.
Nach der Phasentrennung wird die gelbgefärbte organische Phase mit einer Spritze abgetrennt, mit zweimal 5 mL Wasser gewaschen und anschließend vom Lösungsmittel befreit.
Der feste Rückstand wird in 1 mL CH2Cl2 aufgenommen und vorsichtig mit 5 mL Diethylether überschichtet. Nach 12 h fällt (R)-19 als gelber mikrokristalliner Feststoff an.
Ausbeute: 130 mg (93 %)
(R)-19: [α]20D = – 46.9 (c = 1.1, CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für C22H14Cl2F10NPPd
gef.:
C 38.26 % H 2.04 % N 2.03 %
C 37.89 % H 2.11 % N 1.83 %
11.19 Synthese von 5-(2-Fluorphenyl)-5-methylhydantoin 20:
80.4 g KCN (1.23 mol) und 237.6 g (NH4)2CO3 (2.47 mol) werden in einer Mischung aus 750
mL Ethanol und 750 mL Wasser gelöst. Danach werden 85.3 g (617 mmol) o-Fluoracetophenon hinzugegeben und das Reaktionsgemisch wird 2 h auf 40 °C erwärmt. Zur Isolierung des
Produktes wird das Volumen der Lösung auf 750 mL eingeengt und mit konz. Salzsäure pH 5
eingestellt. Das Hydantoin 20 wird als farbloser Feststoff erhalten, der zur weiteren Reinigung
aus Ethanol/Wasser kristallisiert wird.
125
Ausbeute: 98.5 g (77 %)
Elementaranalyse:
ber. für C10H9FN2O2:
gef.:
C 57.69 % H 4.36 % N 13.46 %
C 57.90 % H 4.48 % N 13.52 %
11.20 Synthese von α-(2-Fluorphenyl)-alanin 21:
90.0 g (432 mmol) des Hydantoins 20 werden in einer Lösung von 35.0 g (875 mmol) NaOH
in 400 mL Wasser/Ethanol (1/1) 12 h unter Rückfluss gekocht. Nach Entfernen aller flüchtigen Bestandteile im Vakuum wird der feste Rückstand in 250 mL Wasser aufgenommen und
vorsichtig mit 6M HCl auf pH 5-6 gebracht. Diese wässrige Lösung der Aminosäure/NaClMischung wird in eine Kristallisierschale überführt und an einem gut gelüfteten Ort abgestellt.
Während das Wasser verdampft bilden sich Kristalle der freien Aminosäure, die in regelmäßigen Abständen filtriert werden, bis ein NaCl-Niederschlag auftritt. Die Kristalle der
Aminosäure lassen sich leicht von den kubischen Kristallen des NaCl unterscheiden. Die aus
dem Filtrat gewonnene NaCl-haltige Fraktion der Aminosäure kann für die Acetylierung von
21 genutzt werden (Abschnitt 11.22).
Ausbeute: 57.1 g (72 %)
Elementaranalyse:
ber. für C9H12FNO3:
C 59.01 % H 5.50 % N 7.65 %
gef.:
C 58.85 % H 5.22 % N 7.30 %
11.21 Synthese von α-(2-Fluorphenyl)-alaninmethylester-Hydrochlorid 22:
Zu 100 mL Methanol werden über 30 min. unter Eiskühlung 30.2 g (254 mmol) Thionylchlorid getropft und diese Lösung weitere 30 min. gerührt. Nach Erwärmen der Lösung auf RT
werden 15.5 g (84.6 mmol) der neutralen Aminosäure als Feststoff in den Reaktionskolben
überführt und die Reaktionsmischung 4 Tage bei 20 °C gerührt. Nach vollständiger Reaktion
werden alle flüchtigen Bestandteile am Rotationsverdampfer entfernt und der verbleibende
farblose Feststoff mit 2 x 200 mL Diethylether gewaschen und im Vakuum getrocknet.
Ausbeute: 19.4 g (95 %)
Elementaranalyse:
ber. für C10H13ClFNO2*0.5 H2O:
C 49.49 % H 5.81 % N 5.77 %
gef.:
C 49.25 % H 5.42 % N 5.64 %
11.22 Synthese von N-Acetyl-α-(2-fluorphenyl)-alanin 23:
Zu einer Suspension von 9.17 g (109 mmol) NaHCO3 in 300 mL eines 1:1 Wasser-DioxanGemisches werden 10.0 g (54.6 mmol) 21 und 7.24 g (71.0 mmol) Acetanhydrid gegeben.
Das Reaktionsgemisch wird 4 h bei 50 °C gerührt. Danach werden alle flüchtigen Bestandteile am Rotationsverdampfer abgezogen, der verbliebene Rückstand in 200 mL Wasser aufgenommen und mit 200 mL 2M Salzsäure versetzt. Das als farbloses Pulver anfallende NAcetyl-α-(2-fluorphenyl)-alanin 23 wird filtriert und aus Ethanol kristallisiert.
126
Ausbeute: 10.8 g (88 %)
Elementaranalyse:
ber. für C11H12FNO3.:
gef.:
C 58.66 % H 5.37 % N 6.22 %
C 58.49 % H 5.65 % N 6.11 %
11.23 Racematspaltung von (R,S)-24, (S,R)-24 und Freisetzung der
enantiomerenreinen Aminosäure (R)-21 bzw. (S)-21:
11.23.1
Fraktionierte Kristallisation von (R,S)-24, (S,R)-24:
Zu einer Suspension von 16.53 g (73.4 mmol) racemischen 23 in 110 mL Aceton werden 7.42
g (73.4 mmol) (S)-(α)-2-Hdroxymethylpyrrolidin ((S)-Prolinol) gegeben. Das Reaktionsgemisch wird zum Sieden gebracht, bis alle festen Bestandteile gelöst sind. Nach 24h wird der
abgeschiedene kristalline Feststoff filtriert. Nach Einengen des Filtrats auf ein Volumen von
50 mL wird auf –10 °C gekühlt und nach 12h abermals filtriert. Das andere Enantiomer wird
analog durch Einsatz von (R)-Prolinol erhalten.
Ausbeute: 8.41 g (35 %)
(R,S)-24 [α]20D = + 2.3° (c = 1.0, Aceton), (S,R)-24 [α]20D = – 2.3° (c = 1.0, Aceton)
Elementaranalyse:
ber. für C16H23FN2O4:
gef.:
11.23.2
C 58.88 % H 7.10 % N 8.58 %
C 58.89 % H 7.06 % N 8.47 %
Spaltung der Prolinoliumsalze (R,S)-24, (S,R)-24:
Die nach der vorherigen Vorschrift erhaltenen Prolinoliumsalze werden in 40 mL Wasser suspendiert. Diese Suspension wird mit halbkonzentrierter Salzsäure auf einen pH-Wert von 1-2
gebracht. Der ausgefallenen Feststoff (23) wird filtriert, mehrmals mit 1M Salzsäure und
Wasser gewaschen und anschließend im Vakuum getrocknet.
Ausbeute: 5.57 g (96 %).
(S)-23 [α]20D = 31.2° (c = 1.1, CH3OH). (R)-23 [α]20D = –30.9° (c = 1.0, CH3OH)
Elementaranalyse:
ber. für C9H10FNO2:
gef.:
11.23.3
C 59.01 % H 5.50 % F 10.37 % N 7.65 %
C 58.66 % H 5.67 % F 10.24 % N 7.43 %
Hydrolyse der N-Acetyl-Aminosäure (S)-23 bzw. (R)-23:
Die N-Acetyl-Aminosäure (S)-23 oder (R)-23 wird in konz. Salzsäure suspendiert und 4h auf
70 °C erwärmt. Nachdem der Feststoff vollständig aufgelöst ist, werden alle flüchtigen Bestandteile abgezogen, der farblose Feststoff in Wasser aufgenommen und die Lösung des
Aminosäure-Hydrochlorides mit 2M Natronlauge neutralisiert. Die Isolierung der freien Aminosäure erfolgt wie in Abschnitt 11.20 beschrieben.
(R)-21 [α]20D = –41.7° (c = 1.0 H2O). (S)-21 [α]20D = 41.6° (c = 1.0, H2O)
127
11.24 Synthese der (2-Diphenylarsanyl)-phenylessigsäure 27b:
Zu einer Lösung von 1.00 g (4.35 mmol) Ph2AsH in 20 mL DME werden 0.17 g (4.35 mmol)
Kalium gegeben und die Lösung gerührt, bis das Kalium vollständig aufgelöst ist. Nach Zugabe von 0.84 g (4.35 mmol) Kalium-2-Fluorphenylacetat wird das Reaktionsgemisch 12 h auf
80 °C erhitzt. Nach vollständiger Entfärbung der tiefroten Lösung werden alle flüchtigen
Bestandteile im Vakuum entfernt, der feste Rückstand in 10 mL Wasser aufgenommen und
diese Lösung mit 1M Salzsäure auf pH 1 gebracht. Der ausgefallenen Feststoff wird filtriert
und aus Wasser/Methanol kristallisiert.
Ausbeute: 1.24 g (89 %)
MS m/z (%)[Fragment]: 364 (66) [M+], 306 (65) [AsPh3+], 287 (47) [M+ –Ph], 241 (30) [M+ –
Ph, –2H, –CO2H], 227 (73) [M+ –Ph, –C8H7O2],152 (100) [C12H8+]
Elementaranalyse:
ber. für C20H17AsO2:
C 65.94 % H 4.70 %
gef.:
C 65.66 % H 4.79 %
11.25 Synthese von (2-Diphenylarsanyl)-benzylamin 28b:
Zu einer Lösung von 1.00 g (4.35 mmol) Ph2AsH in 20 mL DME werden 0.17 g (4.35 mmol)
Kalium gegeben und die Lösung gerührt, bis das Kalium vollständig aufgelöst ist. Nach Zugabe von 0.54 g (4.35 mmol) 2-Fluorbenzylamin wird die Lösung 12 h auf 80 °C erhitzt. Nach
vollständiger Entfärbung der tiefroten Lösung werden alle flüchtigen Bestandteile im Vakuum
entfernt, der feste Rückstand wird in 10 mL CH2Cl2 aufgenommen und diese Lösung mit
dreimal 20 mL Wasser gewaschen. Die so erhaltene Lösung wird mit 10 mL 2M Salzsäure
versetzt, die wässrige Phase dreimal mit 10 mL Diethylether gewaschen, anschließend im
Vakuum vom Lösungsmittel befreit und 24 h im Vakuum getrocknet.
Ausbeute: 1.08 g (76 %)
MS m/z (%)[Fragment]: 334 (23) [M+ –H], 306 (5) [AsPh3+], 258 (92) [M+ –Ph], 241 (30) [M+
–Ph, –2H, –NH2], 227 (73) [M+ –Ph, –C8H8N],180 (100) [M+ –2 Ph],152 (22) [C12H8+]
Elementaranalyse:
ber. für C19H190ClAsN:
C 61.39 % H 5.15 % N 3.77 %
gef.:
C 61.02 % H 5.40 % N 3.62 %
11.26 Synthese von α-(2-Diphenylarsanyl)-phenylglycin 29b:
2.00 g (11.8 mmol) α-(2-Fluorphenyl)-glycin werden mit 1.46 g (13.0 mmol) KOtBu in 20
mL Methanol gelöst, 10-15 min. gerührt und anschließend von allen flüchtigen Bestandteilen
befreit. Der farblose Feststoff wird 12h im Vakuum getrocknet (40 °C; 0.1 mbar). Das so
erhaltene Kalium-Salz des (R)-α-(2-Fluorphenyl)-glycins wird in 20 mL DME suspendiert,
1.40 g (12.5 mmol) KOtBu und 3.76 g (10.9 mmol) Ph2AsH zugegeben. Die tiefrote
Reaktionslösung wird 24 h bei 80 °C gerührt. Danach werden alle flüchtigen Bestandteile
abgezogen, der Rückstand in Wasser aufgenommen und durch Zugabe von 1M Salzsäure ein
128
pH-Wert von 3-5 eingestellt. Der ausgefallene Feststoff wird filtriert und aus Methanol/
Wasser (1/1) kristallisiert.
Ausbeute: 3.40 g (76 %)
MS m/z (%)[Fragment]: 379 (4) [M+], 334 (12) [M+ –CO2H], 302 (8) [M+ –Ph], 257 (100)
[M+ –Ph, –CO2H], 241 (30) [M+ –Ph, –2H, –NH2, –CO2H], 227 (73) [M+ –Ph, –2H, –NH2CHCO2H],152 (27) [C12H8+]
Elementaranalyse:
ber. für. C20H18AsNO2*2H2O:
C 57.84 % H 5.34 % N 3.37 %
gef.:
C 57.82 % H 4.98 % N 3.23 %
11.27 Synthese von α-(2-Diphenylphosphanyl)-phenylalanin
(S)-30a und (R)-30a:
Zur Darstellung von 30a wird aus 2.00 g (10.7 mmol) Ph2PH und 0.42 g (10.7 mmol) Kalium
eine KPPh2-Lösung in 40 mL DME bereitet. Nach Zugabe von 2.32 g des Kaliumsalzes von
(S)-21 bzw. (R)-21 (10.5 mmol) wird das Reaktionsgemisch 24 h unter Rückfluss erhitzt.
Nach dem Abdestillieren des Lösungsmittels wird der verbliebene Rückstand in 40 mL
Wasser gelöst und mit 1M Salzsäure ein pH-Wert von 6-7 eingestellt. Das Produkt wird
filtriert, mehrfach mit Wasser gewaschen und aus Methanol/Wasser 5:1 kristallisiert.
Ausbeute: 2.86 g (78 %)
(R)-30a [α]20D = –20.5 (c = 1.1, CH3OH), (S)-30a [α]20D = 20.1 (c = 1.1, CH3OH)
MS m/z (%)[Fragment]: 349 (22) [M+], 304 (100) [M+ –CO2H], 288 (55) [M+ –Ph, –NH2, –
CO2H], 272 (76) [M+ –Ph], 227 (43) [M+ –Ph, –CO2H], 184 (66) [M+ –Ph, –2H, –NH2C(CH3)CO2H], 152 (26) [C12H8+]
Elementaranalyse:
ber. für C21H20PNO2*H2O: C 67.01 % H 6.16 % N 3.74 %
gef.:
(R)-30a
C 66.87 % H 5.81 % N 3.82 %
(S)-30a
C 67.23 % H 5.65 % N 3.59 %
11.28 Synthese von α-(2-Diphenylarsanyl)-phenylalanin (S)-30b und (R)30b:
2.00 g (10.9 mmol) (R)-α-(2-Fluorphenyl)-alanin werden mit 1.40 g (12.5 mmol) KOtBu in
Methanol gelöst, 10-15 min. gerührt, von allen flüchtigen Bestandteilen befreit und anschließend im Vakuum getrocknet 12h (40 °C; 0,1 mbar). Der so erhaltene Feststoff wird in
20 mL DME suspendiert, 1.40 g (12.5 mmol) KOtBu zugegeben und 3.76 g (10.9 mmol)
Ph2AsH zugetropft. Die tiefrote Reaktionsmischung wird 24h bei 80 °C gerührt.
Anschließend werden alle flüchtigen Bestandteile abgezogen, der Rückstand wird in Wasser
aufgenommen und durch Zugabe von 1M Salzsäure ein pH-Wert von 4-6 eingestellt. Der
ausgefallene Feststoff wird filtriert und aus Methanol/Wasser kristallisiert.
Ausbeute: 3.07g (81 %)
(R)-30b [α]20D = –36.8.1 (c = 1.1, CH3OH), (S)-30b [α]20D = 37.1 (c = 1.1, CH3OH)
129
MS m/z (%)[Fragment]: 393 (14) [M+], 348 (9) [M+ –CO2H], 315 (76) [M+ –Ph], 270 (100)
[M+ –Ph, –CO2H], 255 (55) [M+ –Ph, –2H, –NH2, –CO2H], 227 (69) [M+ –Ph, –2H, –NH2C(CH3)CO2H],152 (64) [C12H8+]
Elementaranalyse:
ber.: C21H20AsNO2*H2O
C 61.32 % H 5.39 % N 3.41 %
gef.:
(R)-30b
C 61.22 % H 5.30 % N 3.40 %
(S)-30b
C 61.03 % H 5.12 % N 3.71 %
11.29 Synthese der Diolefin-Rhodium-(I)-Komplexe des DuPHAMINs
(S,RR)-31, 32 und (R,RR)-31, 32:
Zu einer Lösung von 93.7 mg bzw. 87.6 mg (0.19 mmol) [CODRhCl]2 bzw. [NBDRhCl]2 in 5
mL CH2Cl2 werden 0.10 g (0.38 mmol) (S,RR)-6 bzw. (R,RR)-6 über eine Spritze zugetropft.
Nach 20 min. Rühren wird jeweils eine Lösung von 105 mg (0.57 mmol) KPF6 in 5 mL Wasser zugetropft und nach 1 h heftigem Rühren die wässrige Phase abgetrennt. Die organische
Phase wird jeweils zweimal mit 5 mL Wasser gewaschen und mit der 2- bis 4-fachen Menge
Diethylether überschichtet, worauf sich die Rhodium-Komplexe als rote feinkristalline Feststoffe abscheiden. Nach Filtration und Trocknen im Vakuum werden die Komplexe in 90 bis
95 % Ausbeute erhalten. Einkristalle der Rh(COD)-Komplexe (S,RR)-31 und (R,RR)-31
werden durch langsames Verdampfen einer Lösung des jeweiligen Komplexes in CH2Cl2
durch ein Kautschukseptum erhalten.
(R,RR)-31: Ausbeute: 109 mg (93 %); (S,RR)-31: Ausbeute: 112 mg (95 %)
(R,RR)-32: Ausbeute: 105 mg (92 %); (S,RR)-32: Ausbeute: 104 mg (91 %)
(R,RR)-31: [α]20D = 13.7° (c = 1.1, CH2Cl2); (S,RR)-31: [α]20D = 21.5° (c = 1.0, CH2Cl2)
(R,RR)-32: [α]20D = –78.1° (c = 1.1, CH2Cl2); (S,RR)-32: [α]20D = –100.3° (c = 1.1, CH2Cl2)
Elementaranalysen:
ber. für C24H38F6NP2Rh:
gef.:
(R,RR)-31
(S,RR)-31
ber. für C23H34F6NP2Rh:
gef.:
(R,RR)-32
(S,RR)-32
C 46.54 % H 6.18 % N 2.26 % P 10.00 %
C 46.55 % H 6.11 % N 2.37 % P 10.36 %.
C 46.70 % H 6.32 % N 2.39 % P 10.38 %
C 45.78 % H 5.68 % N 2.32 % P 10.27 %
C 45.56 % H 5.85 % N 2.35 % P 10.17 %
C 45.60 % H 5.59 % N 2.30 % P 10.05 %
11.30 Synthese der η3-Allyl-Palladium-(II)-DuPHAMIN-Komplexe
(S,RR)-33 und (R,RR)-33:
Zu einer Lösung von 50 mg (0.14 mmol) [(C3H5)PdCl]2 in 3 mL CH2Cl2 werden 72 mg (0.28
mmol) (S,RR)-6 bzw. (R,RR)-6 getropft. Nach 30 min. Rühren gibt man eine Lösung von 46.8
mg (0.14 mmol) AgPF6 in 2 mL Wasser zu und rührt weitere 30 min. Nach Filtration wird die
organische Phase separiert und mit 6 mL Diethylether überschichtet. Die Komplexe kristallisieren nach 24h aus dieser Lösung. Durch Filtration werden die Komplexe als farblose kristal-
130
line Feststoffe erhalten, eine leichte Gelbfärbung des Produktes lässt auf geringe Mengen
Chlorids schließen, das durch abermalige Behandlung einer Lösung von 34 in CH2Cl2 mit
AgPF6 entfernt werden kann.
(R,RR)-33: Ausbeute: 140 mg (92 %); (S,RR)-33: Ausbeute: 135 mg (89 %)
(R,RR)-33: [α]20D = –11.9° ( c = 1.6, CH2Cl2); (S,RR)-33: [α]20D = –85.5° ( c = 1.0, CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für C C19H32F6NP2Pd
gef.:
(R,RR)-33
(S,RR)-33
C 40.98 % H 5.79 % N 2.52 % P 11.13 %
C 40.73 % H 5.51 % N 2.33 % P 10.85 %
C 40.66 % H 5.69 % N 2.58 % P 11.33 %
11.31 Synthese der Palladiumdichloro-Komplexe des DuPHAMINs
(S,RR)-34 und (R,RR)-34:
Zu einer Suspension von 131 mg (0.40 mmol) K2PdCl4 in CH2Cl2 werden 105 mg (0.40
mmol) (S,RR)-6 bzw. (R,RR)-6 getropft und die Reaktionsmischung 4 h gerührt. Nach Abziehen aller flüchtigen Bestandteile im Vakuum wird der verbleibende Rückstand in CH2Cl2
aufgenommen und diese Lösung mit der dreifachen Menge Diethylether überschichtet. Nach
1-2 Tagen fallen die Komplexe als gelbe kristalline Feststoffe an.
(R,RR)-34: Ausbeute: 132 mg (75 %); (S,RR)-34: Ausbeute: 145 mg (82 %);
(R,RR)-34: [α]20D = 80.9° ( c = 1.1, CH2Cl2); (S,RR)-34: [α]20D = –68.9° ( c = 1.5 ,CH2Cl2)
Elementaranalyse:
ber. für C16H26Cl2NPPd
gef.:
(R,RR)-34
(S,RR)-34
C 43.61 % H 5.95 % N 3.18 % P 7.03 %
C 43.23 % H 5.71 % N 2.97 % P 6.85 %
C 43.19 % H 5.55 % N 2.86 % P 6.66 %
11.32 Durchführung der Hydrierungsreaktionen:
In einem Autoklaven werden 2.0 mmol des jeweiligen Olefins in 15 mL Methanol gelöst. Zur
Verdrängung der Luft wird das Reaktionsgefäß mehrmals mit Wasserstoff (5 bar) gespült.
Anschließend wird 1 mol % des Katalysator zugegeben, der Autoklav verschlossen und ein
Wasserstoffdruck von 5 bar angelegt. Nach vollständigem Umsatz wird die Reaktionslösung
von allen flüchtigen Bestandteilen befreit, in 2 mL Chloroform aufgenommen und zur
Entfernung des Rhodiums über eine kurze Kieselgelsäule filtriert. Das Lösungsmittel wird im
Vakuum abgezogen. Die Bestimmung der Enantiomerenreinheit erfolgt durch 1H-NMR-Spektroskopie unter Verwendung von Eu(hfc)3 (C6D6) und mittels HPLC unter Verwendung einer
chiralen Säule (Chiracel-OD, Heptan/iPropanol (9/1), 0.8 mL/min., UV-Detektor (230 nm)).
131
Tabelle 60:
Katalysator
(R,RR)-31
(R,RR)-31
(R,RR)-31
(R,RR)-32
(S,RR)-31
(S,RR)-32
(S,RR)-32
(S,RR)-32
Ergebnisse der Rhodium-katalysierten Hydrierung mit den beiden Diastereomeren des
DuPHAMINs. (1 mol% Katalysator, Methanol, 5 bar H2)
Olefin
MAC
AAM
ITA
MAC
MAC
MAC
AAM
ITA
Temperatur(°C) Zeit(h)
20
12
20
12
20
11
20
10
60
12
20
10
20
10
20
12
Umsatz (%)
100
100
100
100
100
100
100
100
ee (%)
95
30
41
96
60
60
25
43
O
O
O
R
R
S
R
R
R
R
S
N
H
MAC
O
O
O
A AM
O
O
IT A
N
H
O
O
11.33 Durchführung der Palladium-katalysierten allylischen Substitution
von 1,3-Diphenylallylacetat:
Zu einer Lösung von 10.0 mg (0.011 mmol) Pd2dba3 in 10 mL THF werden 5.8 mg (0.022
mmol) Ligand (6) zugegeben und die tiefrote Lösung bei 20 °C gerührt. Nach 30 min. werden
zu der nunmehr schwachgelben Lösung 251 mg (1.0 mmol) 1,3-Diphenylallylacetat gegeben
und weitere 30 min. gerührt. In einem separaten Reaktionsgefäß werden 1.2 mmol des Malonsäureesters und 28.8 mg (1.2 mmol) Natriumhydrid in 5 mL THF gelöst und diese Lösung
nach beendeter Gasentwicklung zu der zuvor präparierten palladiumhaltigen Lösung gegeben.
Diese vereinigten Lösungen werden dann bei RT gerührt. Nach vollständiger Reaktion wird
die Reaktionslösung im Vakuum eingeengt, der zurückbleibende Feststoff in CH2Cl2 aufgenommen und mehrfach mit Wasser gewaschen. Nach Trocknung der organischen Phase mit
Natriumsulfat werden alle flüchtigen Bestandteile im Vakuum entfernt. Die Bestimmung der
Enantiomerenreinheit erfolgt durch 1H-NMR-Spektroskopie unter Verwendung von Eu(hfc)3
(C6D6) und mittels HPLC unter Verwendung einer chiralen Säule (Chiracel-OD, Heptan/
iPropanol (90/1), 0.8 mL/min., UV-Detektor (230 nm)).
Tabelle 61:
Ergebnisse der Palladium-katalysierten allylischen Substitution mit den beiden
Diastereomeren des DuPHAMINs. (Lösungsmittel: THF, T = 20 °C)
Katalysator
R´´
Zeit (h)
Umsatz (%)
ee (%)
(R,RR)-33
(R,RR)-33
(S,RR)-33
(S,RR)-33
Me
Et
Me
Et
12
12
12
10
100
100
100
100
63
33
52
25
R
R
R
R
11.34 NMR-Spektroskopische Untersuchung der DuPHAMIN-Rhodium(I)-Substratkomplexe (R,RR)-35b:
Eine Lösung von 0.02-0.01 mmol (R,RR)-31 in 0.5 mL CD2Cl2 und 0.05 mL CD3OD wird in
einem Schlenkrohr mit flüssigem Stickstoff eingefroren. Das gekühlte Schlenkrohr wird evakuiert und anschließend mit 3 bar Wasserstoff gefüllt. Nach Erwärmen auf RT wird die Lö-
132
sung 5 h gerührt, worauf sich der Solvens-Komplex (R,RR)-35a bildet. Anschließend wird der
Wasserstoff durch Argon ersetzt und 0.02 bis 0.1 mmol MAC zugegeben und diese Lösung
NMR-spektroskopisch untersucht.
11.35 Para-Wasserstoff-Anreicherung:
Wasserstoff wird durch eine Anreicherungsanlage der Firma OXFORD geleitet. In dieser Anlage befindet sich Aktivkohle, die auf 35 K abgekühlt wird. Nach einer Verweilzeit von ca. 1
Stunde kann ein kontinuierlicher Strom von angereichertem Para-Wasserstoff (99 % ParaWasserstoff ca. 0.3 mL s-1) entnommen werden.
11.36 Hydrierung unter PASADENA-Bedingungen:
Abbildung 54 zeigt die schematische Darstellung des NMR-Spektrometers zur Durchführung
der PASADENA-Experimente. Für die in situ Hydrierung mit Para-Wasserstoff im temperierten Probenkopf des NMR-Spektrometers wird Probelösung in einem 5 mm NMR-Proberöhrchen, an dessen Öffnung ein ca. 60 cm langes Glasrohr befestigt ist, in den Probenkopf
eingeführt. Der Para-Wasserstoff wird über eine Glaskapillare in die Lösung geleitet. Die
Glaskapillare wird mittels eines Elektromotors für die Dauer der Hydrierung in die Reaktionslösung eingetaucht und zur Aufnahme der PHIP-NMR-Spektren aus der Lösung herausgezogen. Die Aufnahme des Spektrums erfolgt ohne Rotation der Probe.
p-H2
Elektromotor
Glaskapillare
Glasrohr
NMR-Magnet
Spinner
Verbindungsstück
Spinner
NMR-Proberöhrchen
Detektionsbereich
Abbildung 54: Schematische Darstellung des NMR-Spektrometers zur Durchführung von PASADENAExperimenten (Diese Abbildung wurde freundlicherweise von Herrn P. Mashayekhi,
Universität Bonn zur Verfügung gestellt.).
133
12 Liste der Verbindungen:
*:neue isolierte Verbindung, **: neue spektroskopisch identifizierte Verbindung
N
N
(S)-1*
(R)-1*
(S)-2*
(R)-2*
P(NEt2)2
P(OEt)2
N
N
(S)-3*
(R)-3*
(R,R)-4*
PH2
P
N
(R,R)-5*
Rh
N
(R,RR)-6*
(S,RR)-6*
PF6
P
O O
O
O
P
N
N
(R,R)-7*
(S,S)-7*
R=H
N P
R=K
N
(R,R)-8*
(S,S)-8*
(R,R)-8a**
(S,S)-8a**
P R
N
N
(R,R,R,R)-9*
N
N
P
(S,S,S,S)-10*
P
P
N
P
N
N
N
N
N
(S,S)-11*
(R,R)-12*
N
P
PS
1%DVB
P
P
N
N
134
N
N
N
N
P
P
(R,R,R,R)-13*
(S,S)-14**
Rh
PF6
Rh
PF6
P
P
N
N
N
N
(R,R)-15*
(R)-16**
PS
1%DVB
P
P(CF3)2
PF6
Rh
N
(R)-17*
N
N
(R)-18*
(R)-18a*
(R)-19*
N
N
PF6
Rh
PdCl2
P
(C6F5)2
P
(C6H5)2
H
N
F
O
O
NH
20
H2N
(R)-21*
(S)-21*
O
OH
F
O
ClH3N
22*
PF6
Rh
P
(C6F5)2
P(C6F5)2
O
OMe
F
F
(R)-23*
(S)-23*
NH
OH
O
O
O
(R,S)-24*
(S,R)-24*
F
OH
NH
O
O
N
H2
25*
F
NH
O HNEt
3
O
135
OBz
26
O
O
BzO
BzO
NH HN
OBz
27a
OH
F
S
CO2H
28a
CO2H
28b*
NH2
P
P
27b*
NH2
As
As
29a
P O
29b*
O
As
(R)-30a*
(S)-30a*
OH
H
NH2
(R)-30b*
(S)-30b*
H
NH2
(R,RR)-31*
(S,RR)-31*
P
As
O
OH
NH2
PF6
Rh
OH
NH2
OH
N
O
P
N
(R,RR)-32*
(S,RR)-32*
Rh
P
PF6
N
(R,RR)-33*
(S,RR)-33*
(R,RR)-34*
(S,RR)-34*
N
Pd
P
PF6
PdCl2
P
136
N
N
(R,RR)-35a**
(R,RR)-35aH2**
Rh
Rh
PF6
P
H
(Solv2)
H
P
PF6
N
Ph
(R,RR)-35b**
(R,RR)-35c**
N
Rh
P
Rh
NH
H
P
NH
Ph
H
O
O
PF6
PF6
Ph
Ph
(R,RR)-35d
N
H
(R,RR)-35e
Rh
O
P
PF6
NH
Rh
NH
H
P
N
H
O
PF6
137
13 Verzeichnis der verwendeten Abkürzungen:
AAM
Ac
Ar
arom.
ax
BGIT
BNOH
Boc
br
Bz
COD
COSY
d
dba
DME
dppe
EA
eq
EXSY
HMBC
HMQC
ITA
KTE
L
L2
m
M
MAC
min.
NBD
NMR
NOE
NOESY
olef.
PHIP
PS 1%DVB
q
RT
STE
Solv
t
THF
TMEDA
W1/2
α-Acetamido-Acrylsäuremethylester
AcetylArylaromatisch
axial
2,3,4,6-Tetra-O-benzoyl-β-D-glucopranosyl-isothiocyanat
2,2´-Binaphtol
tButhyloxycarbonylbreit (NMR-Signale)
Benzoyl1,5-Cyclooctadien
Correlation Spectroscopy230
Dublett
1,3-Dibenzylidenaceton
1,2-Dimethyoxyethan
1,2-Bisdiphenylphosphanylethan
Elementaranalyse
equatorial
2D-Austauschspektroskopie152
Heteronuclear Multiple Bond Correlation Spectroscopy231,232
Heteronuclear Multiple Quantum Correlation Spectroscopy232,233
Itaconsäuredimethylester
Kinetischer trans-Effekt (trans-Effekt)
einzähniges Phosphan (z.B.: PPh3)
zweizähniges Phosphan (z.B.: dppe)
Multiplett
Metall (in Struktur- und Summenformeln von Verbindungen)
(Z)-α-Acetamido-Zimtsäuremethylester
Minuten
Norbonadien
Nuclear Magnetic Resonance
Nuclear Overhauser Effect
2D-NOE Spectroscopy153,234
olefinisch
Para-Hydrogen-Induced-Polarisation
Polystyrolharz mit 1 % Divinylbenzol vernetzt
Quartett
Raumtemperatur
Struktureller trans-Effekt (trans-Einfluss)
Lösungsmittel (als Ligand)
Triplett
Tetrahydrofuran
N,N-Tetramethylethylendiamin
Halbwertsbreite
138
14 Literaturverzeichnis:
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
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I. Yamada, N. Yamazaki, M. Yamaguchi, T. Yamagishi, J. Mol. Catal. 120, L13, (1997)
139
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
62
63
64
65
66
67
68
69
70
71
72
73
74
75
76
77
78
V. M. Dem’yanovich, I. N. Shishkina, K. A. Potekhin, E. V. Balashova, Y. T. Struchkov, N. S. Zefirov, Doklady
Chem. 360, 102 (1998)
A. Kinting, H.J. Kreuzfeld, H. P. Abicht, J. Organomet. Chem. 370, 343 (1989)
A. Ashimori, B. Bachand, L. E. Overman, D. J. Poon, J. Am. Chem. Soc. 120, 6477 (1998)
H. J. Kreuzfeld, C. Döbler, H. P. Abicht, J. Organomet. Chem. 336, 287 (1987)
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D. K. MacFarland, C. R. Landis, Organometallics 15, 483 (1996)
A. Yamazaki, A. Achiwa, Tetrahedron Asym. 6, 51 (1995)
T. Miura, H. Yamada, S.-I. Kikuchi, T. Immamoto, J. Org. Chem. 65, 1877 (2000)
M. Al-Masum, G. Kumaraswamy, T. Livinghouse, J. Org. Chem. 65, 4776 (2000)
S. Jugé, M. Stephan, J. A. Laffitte, J. P. Genêt, Tetrahedron Lett. 31, 6357 (1990)
U. Nettekoven, P. C. J. Kamer, M. Widhalm, P. W. N. M. van Leeuwen, Organometallics 19, 4596 (2000)
G. van Koten, J. T. B. H. Jastrzebski, Tetrahedron, 45, 569 (1989)
R. Ewalds. E. B. Eggeling, A. C. Hewat, P. C. J. Kamer, P. W. M. N. van Leeuwen, D. Vogt, Chem. Eur. J. 6,
1496 (2000)
A. Martorell, C. Claver, E. Fernandez, Inorg. Chem. Commun. 3, 132 (2000)
B. L. Feringa, Acc. Chem. Res. 33, 346 (2000)
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Die Simulationen und Iterationen wurden mit gnmr 3.6 und gnmr 4.0 durchgeführt. Die Linien des
experimentellen Spektrums wurden manuell den Linien des simulierten Spektrums zugeordnet. Übergänge
innerhalb eines Bereiches von 0.1 Hz wurden zu einer Linie zusammengefasst.
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