Protein-Strukturen

Folien und Supplementals auf
www.BioKemika.de
Folien und Supplementals auf
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Protein-Strukturen:
Finden und Betrachten
Die PDB (Protein-Databank)
• Die PDB ist ein Archiv mit experimentell bestimmten Strukturen von Proteinen,
Nukleinsäuren und höheren Assemblierungen.
• 4 Datenbanken bilden zusammen die wwPDB (world wide). Sie können eigenständig Daten anlegen,
prozessieren und zur Verfügung stellen, während wwPDB die Aktionen überwacht und die Daten verteilt. Der Upload
erfolgt direkt durch die Wissenschaftler, welche die Struktur experimentell bestimmt haben.
• RCSB PDB wird durch die Research Collaboratory for Structural Bioinformatics, USA verwaltet.
• PDBe (auch: MSD, macromolecular structure database) auf EBI, UK.
• PDBj, Japan.
• BMRB (Biological Magnetic Resonance Databank) enthält NMR Daten biologischer Makromoleküle,
Universität Wisconsin-Madison, USA.
Hier soll die Suche mit RCSB und PDBsum (EBI)
behandelt werden
Die PDB (Protein-Databank)
Datenbestand:
Röntgenbeugung
NMR
Elektronen-Mikroskopie
Hybrid
Andere
Proteine
50197
7137
179
18
117
Nukleinsäuren
1179
885
17
1
4
NP-Komplexe
2308
151
70
1
4
Andere
17
7
0
1
13
• Jede Struktur wird eindeutig durch die vier-stellige, alphanumerische PDB ID beschrieben.
http://www.rcsb.org/pdb/home/home.do
http://www.rcsb.org/pdb/home/home.do
http://www.rcsb.org/pdb/home/home.do
Suchanfrage modifizieren!
Registerkarten:
• Citations: Literatur zu
Struktur-Veröffentlichungen
• Ligand Hits: Liganden für die
gefundenen Strukturen
• GO/SCOP/CATH Hits:
Sortierung der gefundenen
Strukturen nach den
entsprechenden
Klassifizierungen
(Baumstruktur)
Das flat-file Format
Informations-Seite anzeigen
.pdb Datei mit Jmol visualisieren
.pdb Text-Datei anzeigen
.pdb Datei herunterladen
3 kurze Peptide: A, B, C
Atom AS
AS-Nr.
x
y
z
Temperaturfaktor
Häufigkeit
Element
Peptid-Kette
• Text-Datei gliedert sich in mehrere Bereiche, die über verschiedene records zu Beginn einer Zeile definiert sind
• HEADER, TITLE, AUTHOR, JRNL: Titel der Struktur, Literaturangaben.
• COMPND, SOURCE, EXPDTA: Infos über die Moleküle, deren Quelle und die Methode.
• REMARK: u.a. Informationen zur Berechnung der Koordinaten.
• SEQRES: Sequenzen der Moleküle.
• ATOM: beschreibt Koordinaten der Atome des Makromoleküls.
• HETATM: enthält Koordinaten von Atomen, die nicht Bestandteil des Makromoleküls sind.
Informations-Seite anzeigen
.pdb Datei mit Jmol visualisieren
.pdb Text-Datei anzeigen
.pdb Datei herunterladen
• Jmol ist ein freier Open Source Java Viewer für 3D-Strukturen.
• Es kann als Applet in Web-Seiten integriert werden.
• Es ermöglicht verschiedene Visualisierungsoptionen und Berechnungen von Abständen und Winkel
Informations-Seite anzeigen
.pdb Datei mit Jmol visualisieren
.pdb Text-Datei anzeigen
.pdb Datei herunterladen
• Enthält Informationen der pdbDatei, hübsch grafisch aufbereitet.
• Verweis zur Publikation, welche die
entsprechende Struktur veröffentlicht.
• Verschiedene Unterseiten:
• Derived Data
• Sequence
• Sequence Similarity
• Literature
• Biology and Chemistry Report
• Methods
• Geometry
• Links
Daten-Anhang:
Experimentelles Setup
Informations-Seite anzeigen
.pdb Datei mit Jmol visualisieren
.pdb Text-Datei anzeigen
.pdb Datei herunterladen
Unterseite: Sequence
http://www.ebi.ac.uk/pdbsum/
http://www.ebi.ac.uk/pdbsum/
Text-Suche nach:
„Hexokinase“
Text-Suche erfolgt
automatisch in den records
TITLE, HEADER, COMPND,
SOURCE und AUTOR der .pdb
Datei.
http://www.ebi.ac.uk/pdbsum/
Sequenz-Suche nach
„degrmcintewgafgddgsledirtefdre“
Ergebnisse werden sortiert:
(1) abnehmende z-Score
(2) Auflösung
(3) PDB-Code
• Anzeige verschiedener
Informationen, die auch aus
anderen Datenbanken „geholt“
werden:
- Enzymreaktion anhand der ECNummer (EC-PDB).
- Sequenz vs. Sekundärstruktur
Darstellung (UniProt).
- Ramachandran-Plot (Procheck).
• Links zu verschiedenen Tools:
- 3D-Viewer: Jmol und Rasmol
- Strap multiple Alignment Viewer
• Links zu verschiedenen
Datenbanken:
- UniProt: allgemeine
Informationen über das Protein
- EC-PDB: Informationen über die
Enzym Funktion
Ein kurzer Blick über PDBsum hinaus
• Zusammenfassung des UniProt
Datenbank –Eintrags als Pop-up
• Sehr ausführliche Informationen
zum Protein und zur PrimärLiteratur
• Die EC-PDB enthält alle .pdb
Dateien von Enzymen.
• Sortierung erfolgt nach der
Enzyme Classification (EC)
Nummer.
• der Link zur KEGG-Datenbank
liefert mehr Informationen über
das Enzym sowie dynamische
Stoffwechselkarten!
Direkte Gegenüberstellung von
Sequenz, Sekundärstruktur und
Domänen-Architektur.
Domänen einzeln betrachtbar: Links
zu CATH-Datenbank sowie StrukturMap direkt einsehbar
2 Darstellungen:
(1) Wiring Diagramm (Abbildung)
(2) Sequenz-Konservierung (farbige
Markierung)
Katalytische AS-Reste werden
angezeigt. Struktur des katalytischen
Zentrums einsehbar.
FASTA-Datei ladbar
Anzeige von u.a.
• Posttranslationale Modifizierungsstellen
• Protease-Schnittstellen
• Lokalisation einzelner Bereiche.
Unterseite: Ligands
• Wahl aller beschriebenen
Liganden möglich (Einteilung in
Ligand-Klassen).
• Betrachtung der Ligand-ProteinInteraktionen (erstellt mit
LIGPLOT) als .pdb oder speichern
als .ps oder .pdf.
Unterseite: Prot Prot (bei multimeren Strukturen)
• Übersicht der Protein-Protein
Wechselwirkungen in der Quartiärstruktur.
• farbige Markierung der AS-Klassen und
Interaktionsarten
• ebenso ladbar als Liste (Text-Datei), .ps
oder .pdf
Unterseite: Cleft (bei Monomeren Strukturen)
• Übersicht Volumen, Tiefe und Polarität
von Einstülpungen der Protein-Oberfläche
• Analyse potentieller LigandenBindestellen.
Ich hab‘ jetzt eine –pdb-Datei!
Was nun?
1) Visualisierung und Abmessung der Protein-Struktur mit verschiedener Software
2) Automatisierte Struktur-Vergleiche mit anderen Proteinen über verschiedene Datenbank-Tools
Protein-Strukturen:
Finden und Betrachten
pdb-Datei geladen… Was nun?
• Es gibt sehr viele (~30) verschiedene Software zur Visualisierung von molekularen
Strukturen im .pdb Format.
• Darunter Freeware, kommerzielle Software und freie Applets, die direkt im Internet ohne
Installation genutzt werden können.
• Jede Software hat seine Vor- und Nachteile und eignet sich damit für bestimmte
Anwendungen besser und schlechter.
• Primär werden Programme zur Betrachtung (PyMol, RasMol, Jmol) und Programme zur
Modellierung (VMD, MolMol, Swiss PDB Viewer) unterschieden.
pdb-Datei geladen… Was nun?
Molekül-3D-Betrachter
RasMol
PyMOL
• Open Source, freie Software
• Open Source, frei für nicht• Nutzung für alle Systeme
kommerzielle Nutzung.
(Win, Unix, Mac).
• Nutzung für alle Systeme
• hohe Darstellungs(Win, Unix, Mac).
• Aufnahme von gerenderten geschwindigkeit, geeignet für
HD Abbildungen. Fast 1/4 aller langsame Rechner.
Proteinstruktur-Abbildungen • einfach zu bedienen.
in der Literatur mithilfe von
PyMOL erstellt.
VMD
• Frei für nicht-kommerzielle
Nutzung.
• Analyse und Animation von
Molekül-DynamikSimulationen.
Molekül-3D-Modellierung
MolMol
• Betrachtung, Analyse und
Manipulation der 3D-Struktur.
Optimiert für NMR-Strukturen.
• Keine aktive
Weiterentwicklung mehr seit
2003.
JMol
• Open Source,
• Stand-alone Anwendung
oder Java Applet.
Swiss PDB-Viewer
• Überlagerung und Vergleich
mehrerer Proteinstrukturen,
automatisierte HomologieModellierung und
Modellierung anhand von XRay Daten.
ein kleines, interaktives PyMOL Tutorial:
Paralleles Mitarbeiten und Ausprobieren
erwünscht!
Einsteiger:
konzentriert euch auf die wesentliche Funktionen
Fortgeschrittene:
erweitert euer Wissen und übt euch im Umgang mit der Kommando-Zeile
PyMOL: Einige Beispiele
Ligand-Bindung
wahrscheinlich
durch Coulomb-WW
Färbung anhand der Elektrostatik
(externes Programm notwendig: APBS)
Wichtig zu Wissen: Nachteile…
Keine „Rückgängig“ Funktion.
Oft Backup-Speicherungen machen!
Kann schwierig zu erlernen sein, da oft Kommandos notwendig sind, um bestimmte
Befehle auszuführen.
Beim Beschränken auf wesentliche Funktionen geht’s auch so. Ansonsten: Befehle
nachschlagen, Syntax lernen!
Limitierte und veraltete Dokumentation.
Das macht das Nachschlagen schwierig. In diesem Fall: google ist dein Freund & Nutze die
help Funktion von PyMol!
Unvollständige Tools für Molecular Modeling und Building.
Hier müssen alternative Programme verwendet werden!
PyMOL: GUI
• Steuerung des Programms über Menüs (Graphical User Interface, GUI), zum größeren Teil
aber über die Kommando-Zeile
Externe GUI
Menü-Leiste
Objekt-Liste des PyMol Viewers
• listet alle geladenen Moleküle und
Text-Konsole: Output
Kommando-Zeile: Input
Interne GUI
Buttons zur
Kontrolle der Anzeige
Benutzer-definierten Markierungen
• für jede Auswahl sind individuelle
Anzeige-Modi wählbar. Hierfür dienen die
Buttons [S]how, [H]ide, [L]abel und [C]olor.
Toggles pop-up
menüs
• Kommando-Zeile: Eingabe
Objekt-Liste
3D-Screen <-[ESC]-> Text-Konsole
Maus-Steuerung
Kommando-Zeile
Video-Steuerung
verschiedener Befehle (Liste wird durch
[TAB] angezeigt)
• Maus-Steuerung: Überblick über die
Funktionen der Maus-Tasten in Verbindung
mit der Tastatur. Über Mausklick auf
„Mouse Mode“ kann zwischen zwei
Steuerungs-Modi gewechselt werden
(Viewing, Editing).
PyMOL: Datei laden und Maus-Steuerung
Molekül laden
• vom PC: File/Open oder load example.pdb
• direkt aus der PDB: Plugin/PDB loader service oder fetch 1UGM
• Navigation in der Kommando-Zeile: cd, dir, ls, pwd
•Jedes geöffnete Molekül erscheint in der Objekt-Leiste und heißt Objekt. Bei LinksKlick auf die Bezeichnung wird die Auswahl eingeblendet bzw. ausgeblendet.
Maus-Steuerung und Molekül-Bewegung
• 3 Maus-Tasten: Rotation, Translation, Zoom
• Rotation mit Kommando-Zeile:
turn y, 60; turn x, 30
• Clipping: Das Mausrad vergrößert bzw. verkleinert die Ausleuchtungs-Ebene (sichtbarer
Bereich der Struktur). So können bestimmte Bereiche der Struktur fokusiert werden.
• Strg+Mausrad bewegt Molekül relativ zur Ausleuchtungs-Ebene.
• Reset: über den „Reset“ Button im externen GUI wird die Ausgangsposition wieder
hergestellt.
• Rotations-Verhalten: wird über das Menü Mouse/Virtual Trackball die Virtual-Trackball
Funktion deaktiviert, so beschränkt sich die Rotation auf die xy-Ebene des Bildschirms.
PyMOL: Datei laden und Maus-Steuerung
• Objekt/Auswahl zentrieren: Klicke mit der mittleren Maustaste auf ein Element im 3DViewer oder Sequenz-Viewer. Alternativ: [A]/center oder in Kommandozeile: center
Objekt-Name
• Objekt/Auswahl neu orientieren: orient Objekt-Name oder [A]/orient richtet
längste Molekülachse horizontal und zweit-längste vertikal aus.
• Objekt/Auswahl heranzoomen: zoom Objekt-Name oder [A]/zoom stellt Auswahl Bildfüllend dar.
PyMOL: Markierungen
• Zur Orientierung kann die AS-Sequenz
angezeigt werden: Display/Sequence (oder
über [S] in der Video-Kontroll-Leiste).
• Unter Display/Sequence Mode/… kann
u.a. zwischen AS-Sequenz sowie AtomFolge gewechselt werden.
• Einzelne Elemente / AS können durch Mausklick auf das Objekt
oder die Sequenz markiert werden. Markierte Stellen erhalten
pinke Quadrate an den Atomen.
• Ob bspw. AS, Atome oder Seitenketten markiert werden, kann
durch Klick auf „Selecting“ in der Maus-Steuerung geändert
werden.
PyMOL: Markierungen
• Die aktuelle Markierung wird automatisch transient als neues Objekt in der Objekt-Leiste
angelegt und trägt den Namen „(sele)“.
• Die Markierung kann gespeichert werden: [A]/rename selection
• Sie wird dann mit der entsprechenden Bezeichnung in Klammern in der Objekt-Leiste
angezeigt und als Selektor bezeichnet. Bei Links-Klick auf den Selektor wird die Auswahl
markiert/demarkiert.
• Markierungen können über das [A]-Pup-up Menü erweitert werden. Beispiel:
• [A]/modify/expand/by 6 A = alle Elemente im Umkreis von 6 Angstrom der
Markierung werden markiert.
• [A]/modify/invert/within object = Markierung wird invertiert
• Objekte und Selektoren können über [A]/delete object gelöscht werden.
Verschiedene Funktionen werden in Menüs durch Rechts-Klick angezeigt
(diese sind aber auch über die Pop-up Menüs für eine Auswahl zugänglich):
• Auf markierte Elemente im Sequenz-Viewer
• Auf nicht markierte Elemente im Sequenz-Viewer
• Auf Elemente in der 3D-Struktur
• Über Doppelklick/Rechts-Klick kann ein nicht-markiertes Element „identifiziert“ werden.
PyMOL: Markierungen
Markierungen über die Kommando-Zeile
Der Aminosäure-Rest 640 des Objekts 1t46 wird markiert und unter dem Namen „AS640“ als Selektor definiert
select AS640, 1t46///640/
Alle Aminosäure-Reste mit der Identifikation 640 (in allen Objekten) werden markiert:
select Auswahl1, 640/
Markierung von Molekül-Bereichen:
Markierung mehrerer Aminosäuren:
select sel02, resi 1-100
select AS-Folge, 620-640/
select sel01, chain A
select 3AS, 1t46///620+630+640/
select sel03, resn trp
Alle Aminosäuren eines bestimmten Typs markieren:
select sel04, name ca
select negative AS, 1t46///GLU+ASP/
select sel05, elem fe
Spezifische Atome markieren:
select Hauptkette, 1t46///N+CA+C
Hieraus ergibt sich eine Hierarchie
Peptidketten A und B innerhalb eines Objekts oder Aminosäuren
(Reihenfolge der Benennung):
innerhalb der Peptidkette A markieren:
(1) Objekt /1ugm/
select 2 Ketten, A+B//
(2) Monomer-Folge /1-100/
select 2 Ketten, 1uwh//A+B//
(3) Peptid-Kette /A/
select AS-Folge, A/810-820/
(4) Aminosäure-Typ /Trp/
Atome in verschiedenen Objekten markieren:
(5) Atom in der Peptidkette /CA/
select CA-Atome, 1uwh////CA or 1t46////CA
(6) Element /Fe/
Alle Sauerstoffatome in Kette A, aber keine Wassermoleküle markieren:
select Sauerstoff, elem O and chain A and not resn HOH
Sekundärstrukturen markieren (h = helix, s = sheet, ““= loop):
Tipp: korrekte Selektor-Bezeichnung
Select Helices, ss h
wird in Text-Konsole angezeigt:
Select Faltblätter, ss s
You clicked
Die Bindetasche im Umkreis von 5,0 A des Liganden Häm markieren:
Select Bindetasche, resn HEM around 5.0
/1ugm//A/VAL`33/CA
PyMOL: Darstellung
• PyMol hat einige eingebaute Anzeige-Voreinstellungen
(Presets): [A]ction/preset/…
• Für spezifischere Darstellungsoptionen dienen die Pop-up Menüs
[S]how, [H]ide, [L]abel und [C]olor.
• Jeder Selektor und jedes Objekt kann in seiner Darstellung
einzeln angepasst werden.
• Über das Toggle „all“ kann die Darstellung für alle Objekte
gleichzeitig angepasst werden.
action
show
hide
label
color
• Die Änderungen bei Klick auf [S] und [H] wirken kumulativ, d.h.
• Es können mehrere Darstellungen über [S]/… überlagert werden.
• Danach können einzelne Darstellungen über [H]/… oder alle über [H]/everything
entfernt werden.
• Darstellung ersetzen: [S]/show as/… ersetzt die aktuelle Darstellung durch die ausgewählte.
PyMOL: Darstellung
• Es sind acht verschiedene Repräsentationen möglich, die für ein Objekt oder einen Selektor
über [S] angezeigt und über [H] ausgeblendet werden können. Kommando-Zeile:
hide lines, Objekt-Name
show sticks, Objekt-Name
cartoon
lines
sticks
ribbon
surface
mesh
dots
spheres
PyMOL: Darstellung
• Für die cartoon-Repräsentation gibt es mehrere
Darstellungsoptionen über die Menü-Leiste in der externen GUI:
Setting/Cartoon/...
Objekt dupliziert:
surface rot, 50% Transparenz
cartoon grün
• „Fancy sheets“ aktiviert „Pfeil-Darstellung“ der Faltblätter
• „Flat sheets“ und „smooth loops“ glättet die Faltblätter bzw. Loops
•„Highlight Color“: Innenbereich der Helices und Seiten der
Faltblätter erhalten andere Farbe
• Änderung der Transparenz einzelner Repräsentationen:
Settings/Transparency/Surface/50% oder:
show surface set transparency, 0.5
• Schatten entfernen: Settings/Rendering/Shadows/None
• Antialiasing: Settings/Rendering/Antialias
Ball&stick Repräsentation
• Simulation der ball&stick Repräsentation durch Überlagerung
von sphere und stick. Die Größe der Repräsenatationen sphere
und stick müssen dazu verändert werden:
set sphere_scale, 0.3
set stick_radius, 0.2
Wenn mehrere Repräsentationen unterschiedliche Farben
aufweisen sollen, müssen sie als getrennte Objekte definiert
werden: [A]/duplicate object
PyMOL: Darstellung
• Über [C] sind vordefinierte Farben und die „rainbow“-Funktion wählbar:
[C]/spectrum/….
• Unter Setting/Colors/… können neue Farben definiert werden
• Für einen Selektor können auch Farb-Sets gewählt werden. Sie färben
die Struktur
• Element-spezifisch (by element/…)
• Seitenketten-spezifisch (by chain/…)
• Sekundärstruktur-spezifisch (by ss/…)
• b-Faktor-spezifisch (spectrum/b-factors)
rainbow
• Farben über die Kommando-Zeile:
Objekt/Selektor:
color grey, Objekt-Name
Helix:
color purple, ss h
3 Aminosäuren:
color green, resi 50+54+58
Aminosäure-Folge: color yellow, resi 60−90
Farbräume: Display/Color Space/…
• Der Standard Farbraum ist RGB (ideal für Darstellung am Monitor)
• Der Farbraum CMYK (cyan-magenta-yellow-black) eignet sich wesentlich
besser für den Druck
Helices: warmpink
Faltblätter: lightblue
Loops: pink
PyMOL: Darstellung
Gegenüberstellung
Originale Daten
Round helices
Fancy helices
Flat sheets
Smooth loops
PyMOL: Label
Zum Beschriften einzelner Bereiche im 3D Viewer (z.B. Aminosäuren).
Label aktivieren
Über [L] können Atome, Aminosäuren und Peptidketten beschriftet werden.
• residues bzw. residue name markiert AS nach dem Schema „GLY-44“ bzw. „GLY“
• chains markiert Kettenanfang chain A und Kettenende chain A
• atom name bzw. element symbol markiert Atome nach dem Schema CA, CB, NE, O bzw. C, O, N
• residue identifier und chain identifier markiert alle Atome nach der Nummer der AS bzw. des
Buchstabens der Peptid-Kette.
Alle Label wieder löschen: [L]/clear
Spezielles Labeling
Beschriftet alle Atome im Objekt 1ugm:
label 1ugm, name
Beschriftet die Atome der Aminosäure Nr. 22 mit ihren Namen:
label resi 22, name
Beschriftet das CA-Atom der Aminosäure 44 mit dem AS-Name, der AS-Nummer und dem B-Faktor.
label name CA and resi 44, "(%s,%s,%s)" % (resn,resi,b)
Beschriftet das CA-Atom der Aminosäure 14 mit dem Text „Das ist CA der AS14“
label name CA and resi 14, "Das ist CA der AS14"
Auswahl verwendbarer Eigenschaften: name (Atom-Name), resn (AS-Name), one_letter[resn] (ASName im 1-Letter-Coder), resi, (AS-Nummer), "%s%s" %(one_letter[resn],resi) (Ausgabe: D85, A14…),
chain (Ketten-Name), q (Ladung), b (B-Faktor, Häufigkeit), formal_charge (formelle Ladung),
partial_charge (Partialladung), vdw (Van-der-Waals-Radius)
PyMOL: Label
UniCode Zeichen
α = \316\261
β = \316\262
Å = u"\u00c5„
Farbe, Zeichensatz und Grösse einstellen
Beliebige Schriftfarbe wählbar:
Farbe der Schriftumrandung:
Schatten:
12 Schriftarten (5-16) stehen zur Verfügung:
Positive Zahlen (pt) oder negative Zahlren (Å):
set
set
set
set
set
± = u"\u00b1"
label_color, white , Selektor
label_outline_color, orange
label_shadow_mode, 2
label_font_id, 7
label_size, 20
Label verschieben:
Verschiebt einzelne Label manuell innerhalb der xy-Ebene:
Editing Modus aktivieren: edit_mode
mit Shift+Linke Maustaste Label in xy-Ebene verschieben
Editing Modus deaktivieren: edit_mode off
Verschiebt die Position aller Label relativ zur jetzigen
Position in x,y,z-Richtung, wobei Koordinatensystem durch
die aktuelle Ansicht definiert ist (bringt z.B. Label nach vorn,
wenn sie von der surface oder ball Repräsentation verdeckt
sind): set label_position,(0,0,5)
PyMOL: Messungen
• PyMol kann Abstände, Winkel und Torsionswinkel messen
• Wähle dazu: Wizard/Measurement
• Links-Klick auf „Distances“ ermöglicht einen Wechsel des
„Measurement Mode“ (Distances, Angels, Dihedrals etc.).
• Nach jeder Messung erscheint ein neues Objekt mit dem Titel
„measureXX“ in der Objekt-Leiste, sodass man u.a. Farben und
Bezeichnung ändern kann.
• Messungen in einem Objekt zusammenfassen: Wähle statt „Create
New Object“ im Wizard „Measurement“ das Toggle „Merge with
Previous“ vor der Messung.
• Wizard schließen: Klicke auf „Done“
• Abstandmessung: Klicke nacheinander auf
zwei Atome
• Winkel-Messung: Klicke nacheinander auf
drei Atome
• Torsionswinkel-Messung: Klicke nacheinander
auf vier Atome
Anzeige (keine Messung) von Interaktionen:
distance dist_name, atom1, atom2
hide labels, dist_name
PyMOL: Ansichten und Anzeige
Beim Arbeiten
• Display/Quality/Maximum Performance
Bestimmte Ansichten speichern
Speichern der Ansicht unter der Bezeichnung „v1“:
Wiederherstellen der Ansicht „v1“:
view v1, store
view v1, recall
Vor der Speicherung von Bildern
• Trace-Ray Funktion von PyMOL rendert die Grafik. Klicke auf den Button „Ray“ in der
externen GUI. Schneller geht’s mit Open GL Rendering über den Button „Draw“.
• Hintergrundfarbe auf weiß stellen: Display/Background/white oder
bg_color white
PyMOL: Speichern
Bilder speichern:
• Bilder können als PNG-Datei gespeichert werden: File/Save image…
• Bilder erhalten automatisch die Bildschirmauflösung (entsprechend Fenster-Größe).
• Für größere Auflösung müssen die Befehle
draw 1200, 900 oder ray 1200, 900
vor dem Speichern verwendet werden (erzeugt Bild mit Auflösung 1200x900).
Session speichern:
• Speicherung der „Session“: File/Save Session. Es wird der vollständige Status der
Bearbeitung einschließlich Kamera-Perspektive gespeichert (pse-Datei).
• Nutzung als Backup! Grund: keine Rückgängig-Funktion.
Molekül speichern:
• Falls .pdb Datei über fetch geladen wurde und auf dem PC gespeichert werden soll:
File/Save Molecule.
PyMOL: Arbeiten mit mehreren Strukturen
• Mehrere PDB Dateien können leicht direkt von der PDB geladen werden:
fetch 1t46 1oky 1z5m
• Einzelne Objekte im Sequenz-Viewer werden untereinander, mehrere Peptidketten eines
Objekts nebeneinander angezeigt. Auch Liganden und Wassermoleküle werden dargestellt.
• Struktur-Vergleiche: Überlagerung (Superposition) von Strukturen.
• Überlagerung von Objekten
• [A]/align/all to this (überlagert alle geladenen Strukturen mit der ausgewählten)
• [A]/align/to molecule/… (überlagert die ausgewählte Struktur mit einer anderen)
• Überlagerung von Sub-Strukturen innerhalb der Moleküle
• definiere Selectoren für die Strukturen in Molekül 1 (sele1) und Molekül 2 (sele2).
• bei (sele2)-Toggle wähle: [A]/align/to selection/sele1.
Alignments über die Menüs basieren auf ProteinSequenzen, gefolgt von einer StrukturÜberlagerung.
Es werden nur die Positionen der CA-Atome
berücksichtigt.
Dieses Verfahren funktioniert nicht bei einer
Sequenz-Identität von unter ca. 25%!
PyMOL: Arbeiten mit mehreren Strukturen
• Überlagerung von Molekülen mit geringer oder keiner Sequenz-Ähnlichkeit
• Nutze externes Tool DaliLite: http://www.ebi.ac.uk/Tools/dalilite/index.html
• Ergebnis ist als fertige .pdb Datei ladbar und kann weiter in PyMol bearbeitet werden.
• Das Alignment funktioniert bei einer zu geringen Auswahl an CA-Atomen nicht. Z.B.
wenn wenige AS im aktiven Zentrum ausgerichtet werden sollen.
• Nutze: Wizard/Pair Fitting
• Klicke erst auf das Atom des mobilen Objekts, dann auf das zu überlagernde
Atom des Ziel-Objekts. Mindestens drei Atom-Paare sind erforderlich.
• Alignment: Klicke auf „Fit x Pairs“ im Wizzard-Toggle-Menü.
• Kommando-Zeile (schneller und spezifischer!):
pair_fit 1uwh//A/80−82+128−131/CA, 1t46///621−623+670−673/CA
Peptid-Kette
CA Atome werden überlagert
Reste 80 bis 82 und 128 bis 131
PDB ID des mobilen Moleküls
PDB ID des Ziel-Moleküls
PyMOL: Editieren von Objekten
• Diese Funktionen sind unvollständig und noch in Entwicklung! Es fehlen Möglichkeiten
zur geometrischen Optimierung und Energie-Minimierung.
Was kann PyMOL?
• Hinzufügen oder Entfernen von Wasserstoff-Atomen.
• Eliminierung von Atomen, die in der Struktur vorkommen.
• Durchführung von einfachen Substitutionen an existierenden Liganden.
• Viele Strukturen enthalten Wassermoleküle, die für Analysen uninteressant sind. Sie werden als „0“
im Sequenz-Viewer und als kleine rote Punkte im 3D-Viewer angezeigt.
• Entfernung: [A]/remove waters
• Bei Ausmessung von H-Brücken müssen Wasserstoff-Atome angezeigt werden. Diese sind in den
meisten Strukturen nicht vorhanden.
• Hinzufügen: [A]/hydrogen/add
• Entfernen beliebiger Molekül-Abschnitte:
• Rechts-Klick auf nicht-markierten Bereich der 3D-Struktur. Auswahl von „Atom“, „Rest“, „Kette“
etc. und anschließend „remove atoms“.
• Markierung mehrerer Elemente. Wähle im Selektor: [A]/remove atoms.
• Einzelne Markierungen entfernen: [A]/delete selection
PyMOL: Editieren von Objekten
Problemstellung
• PDB Dateien enthalten keine Informationen über Bindungs-Valenzen
für Liganden.
• PyMOL kann daher Fehler bei der H-Brücken-Erkennung zwischen
Protein und Ligand machen.
Veränderungen der Bindungs-Valenzen
• Maus-Modus: „3-Button editing“
• Anzeige der Valenzen: Wähle Button „Builder“ in externer GUI und
mache Häkchen bei „valence“ (links unten).
• Verändern der Valenzen: Strg+Rechts-Klick auf das Atom und Klick auf
den Button „Cycle“ im Builder-Menü (ganz rechts).
PyMOL: Editieren von Objekten
Objekte erzeugen
• Objekt duplizieren: [A]/duplicate Object
• Aus Selektor ein neues Objekt erzeugen: [A]/create object
• neues Objekt umbenennen: [A]/rename object
• die zwei „Kopien“ können getrennt bearbeitet und einzeln betrachtet werden (Show/Hide).
Aminosäuren mutieren
• Austausch von Aminosäuren sowie Änderung ihrer Konformation möglich.
• Nutze: Wizard/Mutagenesis
• Links-Klick auf zu verändernde Aminosäure.
• Klicke auf das erste Pop-Up Menü im Mutagenesis-Wizard und wähle eine Aminosäure.
• Über Pfeil-Tasten der Tastatur (Rechts/Links) können verschiedene Rotamere gewählt werden.
• Klicke auf „Apply“ um Änderungen anzunehmen.
• Klicke auf „Done“, um den Wizard zu beenden.
Konstruktion kleiner Moleküle
• Menü: Build/Fragment und Build/Residue erzeugt kleine Moleküle
• Wegen fehlender geometrischer Optimierung ist diese Funktion nicht empfehlenswert.
• Verwende hierfür andere Programme und importiere die Datei danach in PyMOL.
Molecular Modeling und Molecule Dynamic Simulations sind wichtige Anwendungen.
PyMOL: Videos aufnehmen und speichern
Grundlagen
• State: Koordinaten-Satz für ein gegebenes Objekt.
• Scene: Orientierung und Position der Kamera + Darstellung des Objekts.
• Frame: beinhaltet Informationen über State und Scene.
• Eine Folge von Frames kann als Video gespeichert werden.
Szenen erstellen
• Menü: Scene/Append: Die aktuelle Ansicht wird als „Scene 001“ gespeichert.
• Nun kann die 3D-Ansicht sowie Darstellung beliebig geändert werden. Die neue Ansicht
kann nun durch Scene/Append als „Scene 002“ zum Video hinzugefügt werden.
• Die einzelnen Szenen können über die Bildlauf-Tasten der Tastatur oder über die VideoSteuerung vor und zurück gespult werden.
• Strg-Bildlauf↓ / Strg-Bildlauf↑ : neue Szene nach/vor der ausgewählten Szene einfügen.
• Die aktuell ausgewählte Szene kann durch eine neue ersetzt werden: Scene/Update
• Löschen der gerade ausgewählten Szene: Scene/Delete.
• Die Szenen können mit einer Text-Information versehen werden:
scene auto, update, Text-Info
• Szenen-Folge wird in der Session-Datei gespeichert. Manuelle Änderung der DateiEndung von .pse zu .psw startet Datei bei Szene 1 im Vollbildmodus.
PyMOL: Videos aufnehmen und speichern
Video erstellen
(1) Alle im Video darzustellende Objekte müssen in State 1 geladen werden.
(2) Ändere die Ansicht im 3D-Viewer sowie die Darstellung der Objekte nach belieben.
(3) Definiere die Anzahl N der Frames (Einzelbilder) im State 1: mset 1 xN
(4) Bestimme die Bewegung des Moleküls:
(1) Kippbewegung: util.mrock(start-frame, end-frame, angle, phase, loop_flag)
Beispiel:
1
40
45
1
1
(2) 360°-y-Achsen-Rotation: util.mroll(start-frame, end-frame, loop_flag)
Beispiel:
41
80
1
(5) Bild-Qualität verbessern:
set ray_trace_frames, 1
[Enter]
set cache_frames, 0
[Enter]
set hash_max, 200
(6) Vorschau über Play-Button in der Video-Steuerung möglich.
(7) Speichern der Frames als „xy001.png“, „xy002.png“ … in Ordner A: mpng A/xy (oder
File/Save Movie)
(8) Konvertierung der png Dateien in eine animierte .gif Datei
über externe Konvertierungsprogramme:
XnView: png → gif (Werkzeuge/Bildfolge konvertieren)
UnFREEz 2.1: gif-Bilder → animiertes gif
PyMOL: Hilfestellungen
• Kommando help listet alle Befehle auf. help Befehlname gibt Hilfestellung zum
entsprechenden Befehl.
• PyMOL-Wiki: http://www.pymolwiki.org/index.php/Main_Page