69 PLATZ 2: AMINOSÄUREN UND PROTEINE Die physikalisch

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PLATZ 2:
AMINOSÄUREN UND PROTEINE
Die physikalisch-chemischen Eigenschaften von Aminosäuren und Proteinen sind eng mit ihrer
Fähigkeit verknüpft, Protonen abzugeben und aufzunehmen. Das Ziel dieses Platzes ist, die pH-abhängigen Ladungsverhältnisse von Aminosäuren und Proteinen verständlich zu machen. Zur
Illustration der pH-Abhängigkeit von Enzymreaktionen dient Exp. 9.2 und der Reaktionsmechanismus
von Chymotrypsin (Exp. 10.1).
Theoretische Grundlagen:
Aminosäuren und Proteine (S. 10)
pH-Messung und Titration (S. 20)
Chromatographie (S. 27)
Bezug zu anderen Plätzen:
Trennung von Aminosäuren und Proteinen aufgrund ihrer elektrischen Ladung (Exp. 4.2),
pH-Abhängigkeit enzymatischer Reaktionen (Exp. 9.2 und 10.1)
EXPERIMENT 2.1:
Herstellung von Pufferlösungen
Zur Herstellung von Pufferlösungen stehen 0.1 M Essigsäure, pKa = 4.7, und 0.1 M Natriumacetat
zur Verfügung. Vor Versuchsbeginn Bedienungsanleitung des pH-Meters lesen und pH-Meter mit
der aufgestellten pH-Eichlösung eichen.
a) 5 ml Natriumacetat (0.1 M) zu 15 ml Essigsäure (0.1 M) zugeben und pH-Wert der Lösung
bestimmen. Den zu erwartenden pH-Wert nach der Henderson-Hasselbalchschen Gleichung berechnen und mit dem experimentell bestimmten Wert vergleichen.
b) Berechnen, wieviele ml Essigsäure (0.1 M) und Natriumacetat (0.1 M) benötigt werden, um 20
ml einer Pufferlösung von pH 5.0 zu erhalten. Nach dem ermittelten Verhältnis die beiden
Lösungen mischen und den resultierenden pH-Wert bestimmen.
S Welche Bedeutung hat das Acetat/Essigsäure-Puffersystem im Organismus?
EXPERIMENT 2.2:
Titrationskurven von Aminosäuren
Prinzip:
Die in 0.1 M HCl gelöste Hydrochloridform einer Aminosäure (Histidin, Glutaminsäure, Glycin oder
Lysin) wird mit 0.25 M NaOH bis pH 12 titriert. Die Titrationskurve der Aminosäure wird aus der
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Differenz des Basenverbrauchs der Lösung und des "Lösungsmittels" (0.1 M HCl in H2O) ermittelt.
Aus der Titrationskurve werden pKa-Werte, IEP und Konzentration der Aminosäure bestimmt.
Ausführung:
Vor Versuchsbeginn Bedienungsanleitung des pH-Meters lesen und pH-Meter mit der aufgestellten
pH-Eichlösung eichen. Bürette sorgfältig mit 0.25 M NaOH (bis etwa 3 cm über das Skalenende)
füllen. Meniskus bis zum oberen Ende der Skala absinken lassen (Lauge in Plastikbecher fliessen
lassen) und genaue Position ablesen.
a) Magnetrührstäbchen in mit Wasser gespültes 100 ml Becherglas legen und 40.0 ml der aufgestellten
Aminosäurelösung zugeben. Magnetrührer abschalten. Mit Wasser abgespülte Elektrode vorsichtig
eintauchen (darf Rührstäbchen nicht berühren) und pH-Wert ablesen. Magnetrührer wieder
einschalten. Titration durch Zugabe von kleinen Mengen (0.5 - 1.0 ml) NaOH ausführen. Nach
jeder Zugabe Volumen der verbrauchten Lauge und pH notieren. pH-Werte als Funktion des
Laugenverbrauchs auf Millimeterpapier auftragen. Abszisse: ml NaOH (1 cm = 2 ml); Ordinate:
pH (1 cm = 1 Einheit).
b) Titration an 40.0 ml des "Lösungsmittels" (= 0.1 M HCl) wiederholen. Messwerte auf das gleiche
Millimeterpapier auftragen. Titrationskurve der Aminosäure aus Differenz des Basenverbrauchs
von Titration (a) und (b) (= horizontaler Abstand der erhaltenen Kurven) in Intervallen von 0.5
pH-Einheiten ermitteln und ebenfalls graphisch aufzeichnen. Äquivalenzpunkte und pKa-Werte
bestimmen und die molare Konzentration der Aminosäurelösung berechnen.
S Welche Aminosäure wurde titriert?
EXPERIMENT 2.3:
Titration von Hämoglobin
Hämoglobin ist nach dem Bicarbonat-Puffersystem der wichtigste Puffer im Blut.
Die Titrationskurve der Hämoglobinlösung wird im Bereich von pH 9 - pH 5 aus dem Verbrauch
von HCl ermittelt, da der Säureverbrauch des "Lösungsmittels" (H2O) in diesem pH-Bereich gering
ist. Aus dem Verlauf der Titrationskurve wird ersichtlich in welchem pH-Bereich Hämoglobin am
besten puffert. Die Pufferkapazität gibt die Leistungsfähigkeit eines Puffersystems an. Sie wird
angegeben als Menge H+ (bzw. OH) die bei einem Liter Pufferlösung eine pHÄnderung von 1.0
bewirken. Bei bekannter Konzentration der Hämoglobinlösung kann die Pufferkapazität eines Liters
einer 1 mM Hämoglobinlösung (bzw. von 1 mmol Hämoglobin) bei pH 7.5 ermittelt werden.
Ausführung:
Volumen der Hämoglobinlösung im Messzylinder falls nötig mit 0.15 M NaCl auf 25 ml einstellen,
mischen und davon 0.1 ml zu einem RG, das 4 ml NaPhosphatpuffer enthält, geben. Inhalt des RG
gut mischen und in Messküvette giessen. Am Photometer die Extinktion bei 540 nm gegen PufferBlindwert ablesen. Der millimolare Extinktionskoeffizient bei 540 nm beträgt 59 mM-1cm-1. Daraus
die Konzentration der unverdünnten Hämoglobinlösung berechnen.
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Vor Versuchsbeginn Bedienungsanleitung des pH-Meters lesen und pH-Meter mit der aufgestellten
Eichlösung eichen.
a) Magnetrührstäbchen in 50 ml Becherglas legen und 25 ml der Hämoglobinlösung zugeben.
Magnetrührer abschalten. Mit Wasser abgespülte Elektrode vorsichtig eintauchen (darf
Rührstäbchen nicht berühren) und pH-Wert ablesen. Magnetrührer wieder einschalten. Titration
durch portionenweise Zugabe von 0.5 ml HCl (0.02 M) durchführen (Socorex Pipette benützen).
Nach jeder Zugabe pH notieren. Von pH 6 - pH 5 Portionen von 1 ml HCl zugeben um Zeit zu
sparen. Die pH-Werte als Funktion des Säureverbrauchs auf Millimeterpapier auftragen. Abszisse:
1 cm = 1 ml HCl; Ordinate: 4 cm = 1 pH-Einheit.
b) Titration wiederholen mit 25 ml des "Lösungsmittels" (= Wasser, 0.15 M NaCl, mit verdünnter
NaOH/HCl auf pH 9 einstellen). Portionenweise 0.2 ml HCl (0.02 M) zugeben bis gesamthaft
2 ml. Messwerte auf das gleiche Millimeterpapier auftragen. Die Titrationskurve der Hämoglobinlösung wird aus der Differenz des Säureverbrauchs von Titration (a) und (b) erhalten. Da der
Säureverbrauch des "Lösungsmittels" gering ist, entspricht der Säureverbrauch der Titration (a)
praktisch der Titrationskurve. Bei pH 7.5 und pH 6.5 die horizontalen Abstände der erhaltenen
Kurven (a) und (b) bestimmen (= ml HCl). Aus der Differenz der beiden Werte die Anzahl µmol
HCl berechnen, die beim verwendeten Volumen (25 ml) und der gegebenen Konzentration (siehe
oben) zu einer pH-Änderung von einer Einheit führten. Daraus die Pufferkapazität eines Liters
einer 1 mM Hämoglobinlösung und des Hämoglobins im einem Liter Blut bestimmen
(Hämoglobin: Mr 64'000; 140-160 g /Liter Blut).
S In welchem Bereich puffert Hämoglobin gut?
S Welche Seitenketten sind für die Pufferung im physiologischen pH-Bereich verantwortlich?
S Der pKa eines bestimmten Typs von Seitenkette in einem Protein ist keine konstante Grösse.
Erklären Sie dies im Zusammenhang mit dem Resultat von Exp. 2.2.
EXPERIMENT 2.4:
Ionenaustauschchromatographie von Aminosäuren
Prinzip:
Glycin und Arginin werden an einem Kationenaustauscher voneinander getrennt. Im Eluat werden
Glycin und Arginin mit der Ninhydrinreaktion (Exp. 1.1) und Arginin allein mit dem Sakaguchi-Test
nachgewiesen.
Säule:
Gepackt mit Dowex 50 x 8 (S03--Gruppen), äquilibriert mit Elutionspuffer.
Lösungen:
S Elutionspuffer, 0.45 M Natriumcitrat, pH 6.5
S Aminosäurengemisch: Glycin (0.5 %) und Arginin (1.5 %) in Elutionspuffer
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S Ninhydrin (2 %) in Aceton
S Sakaguchi-Reagenzien: NaOH (10 %), "-Naphthol (0.02 %), alkalische Hypobromit-Lösung
(NaBrO), Harnstoff-Lösung (40 %)
Auftragen der Probe und Elution:
Vierundzwanzig Reagenzröhrchen numerieren und in den Fraktionensammler stellen. Hahn am
Puffervorratsgefäss schliessen, Schliffstopfen oben an der Säule abnehmen und die über dem
Austauscherharz stehende Pufferlösung mit Pasteurpipette sorgfältig abheben. Mit einer Pipette
sorgfältig 0.5 ml Aminosäurengemisch auf die Säule auftragen. Fraktionensammler in Betrieb setzen
(eingestellt für eine Sammelzeit von 1 min pro Fraktion). Quetschhahnen am unten an der Säule
angebrachten Schlauch öffnen und, sobald Probe bis zur Säulenoberfläche eingelaufen ist, wieder
schliessen. Dann mit einigen Tropfen Puffer (ca. 0.2 ml) aus Pasteurpipette die Säulenwand gut
nachspülen (Vorsicht: Harz nicht aufschlämmen!) und Puffer gleich wie Probe einlaufen lassen. Die
gleiche Spülprozedur nochmals wiederholen und dann Quetschhahnen wieder schliessen. Sofort Säule
mit Puffer bis zum Schliff sorgfältig auffüllen, Schliffstopfen aufsetzen und Hahn am Vorratsgefäss
und am Schlauch öffnen. Durchflussgeschwindigkeit auf ca. 1 ml pro min durch Heben oder Senken
des Puffervorratsgefässes regulieren. Mindestens 24 Fraktionen auffangen.
Aminosäurennachweis in den Fraktionen:
Tüpfelprobe mit Ninhydrin
Auf Chromatographiepapierstreifen (ca. 30 x 8 cm) zwei Reihen von je 12 Punkten mit Bleistift
einzeichnen. Punkte fortlaufend numerieren. Einen Tropfen jeder Fraktion mit Pasteurpipette am
entsprechenden Punkt auftragen. Zusätzlich als Blindwert einen Tropfen Puffer auftragen (am besten
am Anfang, beschriften). Papier mit Fön trocknen, durch Schale mit Ninhydrin ziehen und zur
Farbentwicklung bei 60 - 100EC trocknen. Relative Ninhydrinfarbintensität (0 bis ++++) der Flecken
abschätzen und auf Millimeterpapier gegen die Röhrchennummer auftragen.
Nachweis von Arginin
Die Guanidinogruppe von Arginin reagiert mit "-Naphthol und Hypobromit in alkalischer Lösung
zu einem unbeständigen roten Farbstoff. Zu 1 ml der beiden Fraktionen, die am stärksten mit
Ninhydrin anfärben, je 0.5 ml 10 %ige NaOH und "-Naphthollösung zugeben, mischen und 4 min
im Eisbad stehen lassen. Tropfenweise Hypobromitlösung zugeben (höchstens 5 Tropfen) und
Farbveränderung beobachten. Darauf 0.2 ml Harnstofflösung (40 %) zufügen und mischen. Die Farbe
wird durch den Harnstoff, der mit dem überschüssigen Hypobromit reagiert, stabilisiert.
S
Weshalb wird Gly vor Arg eluiert?
S
Abbildung 6 im Theorieteil (S. 30) zeigt die Auftrennung von Aminosäuren mit Kationenaustauscherharz. Wie liesse sich im hier durchgeführten Experiment Arginin in einem schmaleren
Gipfel (in wenigen Fraktionen enthalten) von Glycin trennen?
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EXPERIMENT 2.7:
Löslichkeit von Serumalbumin
Proteine werden mit Perchlorsäure und Trichloressigsäure quantitativ ausgefällt (einfacher Proteinnachweis; "Deproteinisierung" von Proben in Röhrchen E und F, aber nicht in G!).
Die Löslichkeit von Serumalbumin wird unter verschiedenen Bedingungen beobachtet (nativ und
hitzedenaturiert bei verschiedenen pH-Werten). Ausmass der Ausfällung abschätzen (0 bis +++) und
in nachstehender Tabelle notieren.
7 RG beschriften und wie folgt ansetzen:
A
B
C
D
E
F
G
1
-
1
3 Tr.
-
1
3 Tr.
-
1
0.5
1
-
1
-
1
-
0.33 M Perchlorsäure (ml)
0.2 M Trichloressigsäure (ml) 0.3 M HCl (ml)
-
-
-
-
1
-
1
-
1
pH (mit pH-Indikatorpapier abschätzen):
...
...
...
...
Ausfällung
...
...
...
...
...
...
...
Serumalbuminlösung (ml)
0.1 M NaOH
1 % Essigsäure
100 % Essigsäure (ml)
RG A bis D während 5 min ins siedende Wasserbad stellen.
Ausfällung
S
...
...
Erklären Sie die beobachteten Resultate!
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