Mechanismen der Entstehung von Vorhofflimmern - Ti

Tierärztliche Hochschule Hannover
Mechanismen der Entstehung von Vorhofflimmern: Charakterisierung der
Interaktion elektrischer, funktionaler und struktureller Veränderungen in
Herzvorhöfen Gαq-Protein überexprimierender Mäuse mittels
Echokardiographie und Elektrokardiographie
INAUGURAL-DISSERTATION
Zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae(Dr. med.vet.)
vorgelegt von
Sandra Laakmann
Datteln
Hannover 2013
Wissenschaftliche Betreuung:
Univ.-Prof. Dr. med. vet. Gerhard Breves,
Physiologisches Institut
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
Prof. Dr. med. Paulus Kirchhof,
Universitätsklinikum Münster
1. Gutachter:
Prof. Dr. med. vet. Gerhard Breves
2. Gutachter:
Prof. Dr. med. vet. Peter Stadler
Tag der mündlichen Prüfung:
29.04.2013
Meinem Mann
und
meinen Eltern gewidmet
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung ................................................................................................................. 7
1.1 Fragestellung .................................................................................................... 9
2 Stand der Forschung ............................................................................................. 11
2.1 VHF beim Menschen....................................................................................... 11
2.1.1 Definition, Inzidenz und Prävalenz ........................................................... 11
2.1.2 Thrombembolierisiko............................................................................. 13
2.1.3 Ätiologie .................................................................................................... 14
2.1.4 Pathophysiologie ...................................................................................... 16
2.1.5 Therapie ................................................................................................... 17
2.2 VHF bei Tieren ................................................................................................ 19
2.2.1 Pferd ......................................................................................................... 19
2.2.2 Hund ......................................................................................................... 22
2.2.2.1 Canine VHF-Modelle.......................................................................... 22
2.2.3 Transgene Mausmodelle .......................................................................... 23
2.3 Guaninnucleotid-bindende Proteine (G-Proteine) ........................................... 24
2.3.1 Funktion.................................................................................................... 24
2.3.2 Aufbau ...................................................................................................... 25
2.3.2.1 Die Gα- Untereinheit .......................................................................... 25
2.3.2.2 Die Gβγ-Untereinheit ......................................................................... 25
2.3.3 Klassifizierung .......................................................................................... 26
2.3.4 Kardiale Signaltransduktion ...................................................................... 28
2.4 Kardiale Überexpression von Gαq- Protein: Tiermodell .................................. 30
2.4.1 Folgen der Gαq Aktivierung...................................................................... 30
2.5 Elektrokardiographie bei der Maus ................................................................. 32
2.6 Echokardiographie bei der Maus .................................................................... 34
3 Experimenteller Teil ............................................................................................... 35
3.1 Tiere und Tierhaltung ...................................................................................... 35
3.1.1 Tierschutz ................................................................................................. 35
3.1.2 Genehmigung ........................................................................................... 35
3.1.3 Herzspezifisches Gαq-Protein überexprimierende Mäuse ....................... 35
3.1.4 Tierhaltung ............................................................................................... 36
3.2 Elektrophysiologische Untersuchungen .......................................................... 37
3.2.1 Oberflächenelektrokardiogramm .............................................................. 37
3.2.1.1 Medikamentenapplikation .................................................................. 38
3.2.2 Telemetrisches Elektrokardiogramm ........................................................ 38
3.2.2.1 Aufbau der Anlage ............................................................................. 38
3.2.2.2 Implantation des Transmitters ............................................................ 40
3.2.2.3 Medikamenteninjektion ...................................................................... 42
3.2.3 Auswertung der Elektrokardiogramme ......................................................... 43
3.3 Transthorakale Echokardiographie ................................................................. 45
3.3.1 Durchführung ............................................................................................ 45
3.3.2 Auswertung .............................................................................................. 53
3.4 Gravimetrie ..................................................................................................... 59
3.4.1 Herzexplantation....................................................................................... 59
3.4.2 Herzpräparation ........................................................................................ 60
3.5 Versuchsablauf und Tierversuchsgruppen ...................................................... 60
3.6 Statistik ........................................................................................................... 62
4 Ergebnisse............................................................................................................. 64
4.1 Oberflächenelektrokardiogramm ..................................................................... 64
4.1.1 Baseline.................................................................................................... 64
4.1.2 Nach ß-adrenerger Stimulation................................................................. 76
4.2 Telemetrisches Elektrokardiogramm ............................................................... 81
4.2.1 Baseline.................................................................................................... 81
4.2.2 Nach ß-adrenerger Stimulation in der Telemetrie .................................... 89
4.2.3 Airjet-Belastung ........................................................................................ 94
4.2.4 Nach muskarinerger Stimulation............................................................... 96
4.2.5 Vergleich der telemetrischen Teiluntersuchungen .................................. 100
4.3 Echokardiographie ........................................................................................ 103
4.4 Gravimetrie ................................................................................................... 113
4.5 Thromben...................................................................................................... 120
4.6 Überlebensstatistik ....................................................................................... 124
5 Diskussion ........................................................................................................... 126
5.1 Methodik ....................................................................................................... 126
5.1.1 Mausmodell ............................................................................................ 126
5.1.2 Elektrokardiographie............................................................................... 127
5.1.3 Echokardiographie.................................................................................. 129
5.2 Versuchsergebnisse...................................................................................... 130
5.2.1 Zusammenfassung ................................................................................. 130
5.2.2 Atriale Arrhythmien ................................................................................. 131
5.2.3 Phänoptypausprägung .......................................................................... 136
5.2.4 Einfluss der Anästhesie ......................................................................... 139
5.2.5 Thrombogenese ..................................................................................... 142
5.3 Schlussfolgerungen ...................................................................................... 146
6. Zusammenfassung ............................................................................................. 149
7. Summary ............................................................................................................ 151
Literaturverzeichnis ................................................................................................ 152
Tabellenverzeichnis ................................................................................................ 175
Abkürzungsverzeichnis ........................................................................................... 176
Anhang ................................................................................................................... 180
Geräte ................................................................................................................. 180
Verbrauchsmaterialien ........................................................................................ 181
Danksagung ........................................................................................................... 184
7
Einleitung
1 Einleitung
Vorhofflimmern (VHF) ist aktuell mit ca. einer Million betroffener Patienten in
Deutschland die häufigste, anhaltende Herzrhythmusstörung beim Menschen
(HEERINGA et al., 2006, FEINBERG et al., 1995, MAJEED et al., 2001). Die
Prävalenz steigt mit dem Alter an. Während kaum Jugendliche betroffen sind, ist
bereits jeder 4. im Alter von über 40 Jahren an VHF erkrankt. Hinzu kommt, dass
sich aufgrund der sich verändernden Altersstruktur unserer Gesellschaft die
Prävalenz in den nächsten 50 Jahren voraussichtlich noch verdoppeln wird (CRAMM
et al., 2010).
Beim VHF kommt es zu einer unkoordinierten Erregung des Vorhofmyokards mit
gestörter, meist unregelmäßiger Weiterleitung im AV-Knoten. Somit ist das VHF
gekennzeichnet durch eine Vorhofschlagfrequenz, die beim Menschen zwischen 400
und 600 Schlägen pro Minute liegt
und einer absoluten Kammerarrhythmie mit
Frequenzen von 100 bis 150 Schlägen pro Minute, teils auch höher (HEROLD, 2002,
DIETZ, 2003).
Die Symptomatik unter VHF zeigt sich variabel. Es treten oft Symptome wie
Herzrasen, Herzstolpern, innere Unruhe, Schwindel, Thoraxschmerzen und Atemnot
auf. So beklagen 68% der VHF-Patienten eine Einschränkung der Lebensqualität
(CAMM et al., 2010). Zahlreiche Patienten spüren aber auch nichts dergleichen,
obwohl sie Vorhofflimmern haben. 70% aller VHF-Episoden verlaufen völlig
symptomlos und daher unbemerkt.
Ungeachtet dessen, ob die Krankheit diagnostiziert wurde und die Lebensqualität der
Betroffenen merkbar sinkt, steigt das Embolierisiko und weiterführend das Risiko, an
einem embolischen Schlaganfall zu erkranken, im Zusammenhang mit VHF stark an.
VHF mag somit zwar keine unmittelbar lebensbedrohliche Rhythmusstörung sein, ist
jedoch aufgrund der möglichen Komplikationen mit einer doppelt so hohen Mortalität
der Patienten verbunden (CAMM et al, 2010). Diese Fakten unterstreichen die große
Bedeutsamkeit der Erkrankung VHF in unserer Gesellschaft.
Aber auch bei unseren Haustieren spielt VHF eine erhebliche Rolle. So ist es
ebenfalls die bedeutendste Herzrhythmusstörung beim Pferd und die häufigste
8
Einleitung
kardiovaskuläre Ursache für Leistungsabfall der Tiere (GEHLEN und STADLER,
2002, RYAN et al., 2005, YOUNG und VAN LOON, 2005). Beim Hund ist VHF
ebenfalls häufig und betrifft vornehmlich die großen Hunderassen (BRUNDEL et al.,
2005, WESTLING et al., 2008).
Die zugrundeliegenden molekularen Mechanismen und Signalwege, die am Herzen
dem atrialen Remodeling zugrundeliegen und das Auftreten von VHF begünstigen,
sind nur unzureichend bekannt. G-Protein-gekoppelte Signaltransduktionswege
nehmen hier, wie in anderen Körperzellen auch, eine Schlüsselrolle ein. Dies ist
kardial, neben der β-adrenergen Signaltransduktionskaskade, vor allem auch der Gq
-gekoppelte Signaltransduktionsweg.
Er ist an der Regulation der Inotropie und Chronotropie des Herzens beteiligt,
(SCHOLZ et al., 1988, SCHOLZ et al., 1989) sowie bei der Induktion physiologisch
als auch pathologisch bedingter kardialer Hypertrophie (SUGDEN et al., 1998,
MARUYAMA et al., 2002).
HIROSE et al. (2009) zeigten außerdem, anhand eines transgenen Tiermodells, bei
welchem kardial das Gαq-Protein überexprimiert wird, dass auch das Auftreten
kardialer Arrhythmien, insbesondere atrialer Arrhythmien einschließlich VHF, durch
den Gq -gekoppelten Signaltransduktionsweg beeinflusst wird. Im Mausmodell der
kardiales Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse traten bei diesen Untersuchungen
vermehrt
atriale
Tachyarrhythmien
auf.
Eine
gezielte
Untersuchung
der
Bedingungen, unter denen es bei den transgenen Mäusen zu VHF kommt, war
jedoch nicht Ziel der genannten Studie.
In der vorliegenden experimentellen Arbeit sollten anhand des transgenen
Mausmodells
Auswirkungen
Gαq-Protein
einer
überexprimierender
vermehrten
kardialen
Mäuse
Expression
die
des
phänotypischen
Gαq-Proteins
systematisch untersucht werden. Schwerpunkt der Arbeit waren dabei die in vivo
Untersuchungen zum Auftreten atrialer Arrhythmien, insbesondere des auftretenden
VHFs und das Auftreten atrialer Thromben in diesem Zusammenhang. Die Mäuse
wurden hierzu in erster Linie elektrokardiographisch, elektrophysiologisch und
echokardiographisch in vivo untersucht.
9
Einleitung
1.1 Fragestellung
Das Tiermodell der Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse ist bereits in
verschiedenen Studien eingehender charakterisiert worden. Zumeist wurden
molekulare
Untersuchungen
zur
Proteinexpression
und
Enzymaktivität
des
Mausmodells durchgeführt. Es wurden aber auch Mauslinien mit unterschiedlicher
Phänotypausprägung echokardiographisch und ihr Herzgewebe histologisch miteinander verglichen. Systematische Untersuchungen zur Elektrophysiologie und zu
strukturellen und funktionellen Veränderungen des Herzens vor allem in Hinblick auf
das bei den transgenen Mäusen auftretende VHF, wurden hingegen bisher nicht
durchgeführt.
In der vorliegenden Arbeit wurden die Herzen der Gαq-Protein überexprimierenden
Mäuse in vivo phänotypisiert. Das Auftreten von VHF konnte systematisch im
anästhesierten und wachen Zustand dokumentiert und ein Zusammenhang zu den
morphologischen Untersuchungen im Rahmen der Echokardiographie sowie zu den
elektrophysiologischen Veränderungen untersucht werden. Dies ermöglichte auch
die Darstellung eines altersabhängigen Verlaufs der auftretenden Veränderungen.
Beim Menschen steigt die Prävalenz des VHFs progredient mit dem Alter an.
Außerdem kommt es häufig zu Thrombogenese und zu oft schwerwiegenden
Schlaganfällen aufgrund von Thrombembolien. Diese sind vor allem zu befürchten,
wenn das VHF permanent oder über einen längeren Zeitraum auftritt. Im Mausmodell
der Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse hingegen treten schon nach kurzen
Episoden
von
VHF
Thrombenformation
in
den
Vorhöfen
auf.
Durch
die
elektrokardiographischen und echokardiographischen Untersuchungen in vivo sollen
die pathophysiologischen Ursachen des VHFs und der Thrombogenese näher
charakterisiert werden.
10
Einleitung
Folgende Fragen sollten näher betrachtet werden:
1. Treten durch die Aktivierung des Gq-gekoppelten Signaltransduktionsweges
im Mausmodell nicht nur in Narkose, sondern auch bei sich frei bewegenden
Mäusen ohne Narkose vermehrt Tachyarrhythmien einschließlich VHF auf?
2. Tritt das VHF vermehrt in Alters- oder Geschlechtsabhängigkeit auf?
3. Welche Auswirkungen hat das Auftreten von VHF im Zusammenhang mit der
Stimulierung
des
Gq-gekoppelten
Signaltransduktionsweges
auf
die
Morphologie und die EKG-Parameter des Herzens?
4. Welche Auswirkungen haben die Überexpression des Gαq-Proteins im
Mausmodell
und
das
Auftreten
von
VHF
Substratveränderungen auf die Thrombogenese?
mit
den
zugehörigen
11
Experimenteller Teil
2 Stand der Forschung
2.1 VHF beim Menschen
2.1.1 Definition, Inzidenz und Prävalenz
VHF ist eine supraventrikuläre Herzrhythmusstörung, die durch unkoordinierte
Vorhoferregung und eine gestörte atrio-ventrikuläre Reizüberleitung charakterisiert
ist. Während Episoden des VHFs kommt es zu einer gestörten kardialen
Hämodynamik
mit
erhöhter
Herzfrequenz,
was
mit
einem
Absinken
des
Herzzeitvolumens um 20% verbunden sein kann (HENNERSDORF, 2001).
Zwar stellt das VHF keine unmittelbar lebensbedrohliche Rhythmusstörung dar,
aufgrund der Veränderungen der Hämodynamik im Zusammenhang mit dem
Auftreten von VHF kann es jedoch zu einer Stase des Blutes im Atrium sowie zu
endothelialen und endokardialen Schäden kommen (LIP, 1995). Dies führt zur
Bildung von Blutgerinnseln und somit zu einem gesteigerten Embolierisiko,
insbesondere einem erhöhten Risiko eines embolisch bedingten Schlaganfalls.
Durch VHF neben einer vorbestehenden linksventrikulären Dysfunktion kommt es
außerdem zu einer Risikoerhöhung für Tod durch Pumpversagen, denn die
fortschreitende Verschlechterung der atrialen Kontraktionskraft begünstigt auch eine
Progression der zugrundeliegenden Herzerkrankung (DRIES et al., 1998, FALK,
2001, MEWIS et al., 2006).
Außerdem beeinträchtig das VHF mit seiner sehr variablen Symptomatik zum Teil
erheblich die Lebensqualität. Zwar gibt es einige asymptomatische Patienten, häufig
treten aber Palpitationen, Schwindel, Thoraxschmerzen, Dyspnoe oder Synkopen
auf.
VHF ist die häufigste anhaltende Herzrhythmusstörung des Menschen (HEERINGA
et al., 2006, FEINBERG et al., 1995, MAJEED et al., 2001). In Deutschland sind
mindestens eine Million Menschen davon betroffen. Dabei ist die Inzidenz
altersabhängig und steigt von 2-3 pro 1000 Einwohner im Alter zwischen 55 und 64
12
Experimenteller Teil
Jahren bis auf 35 pro 1000 Einwohner in der Altersklasse von 85 bis 94 Jahren
(FALK, 2001).
Auch die Prävalenz steigt mit dem Alter und begleitenden Herzerkrankungen stetig
an. Bei Kindern und Jugendlichen kommt VHF nur selten und dann meist im
Zusammenhang mit genetischer Vorbelastung oder strukturellen Herzfehlern vor.
Insgesamt liegt die Prävalenz bei Patienten im Alter von unter 50 Jahren bei 0,1%
und steigt an auf 9% bei den über 80 jährigen (GO et al., 2001). Fast 70% der VHFPatienten befinden sich im Alter zwischen 65 und 85 Jahren (FEINBERG et al., 1995,
FUSTER et al., 2006). Dabei muss aber beachtet werden, dass das meist frühere
Auftreten des paroxysmalen VHFs deutlich höher gewichtet werden müsste, denn
viele dieser Perioden bleiben asymptomatisch und werden nicht diagnostiziert
(PAGE et al., 1994).
Einen weiteren Aspekt stellt der geschlechtsspezifische Unterschied beim Auftreten
von VHF dar. So leiden Männer etwa 1,5- mal häufiger an VHF als Frauen
(BENJAMIN et al., 1994, FURBERG et al., 1994). Das Lebenszeit Risiko, im Alter
von 55 Jahren an VHF zu erkranken, liegt bei Männern bei 24% und bei Frauen bei
22% (HEERINGA et al., 2006).
Neben dem paroxysmalen VHF, mit einem spontanen Ende innerhalb von meist
weniger als 24 Stunden aber maximal innerhalb von 6 Tagen, werden das
persistierende,
das
permanente
und
das
„alleinige
VHF“
unterschieden.
Persistierendes VHF ist definiert als länger als 7 Tage andauernd und nur durch
therapeutische Maßnahmen zu beenden. Permanentes VHF dauert länger als 1 Jahr
an, ohne Wiederherstellung des Sinusrhythmus (SR). Als „alleiniges“ oder
„idiopathisches“ VHF (lone atrial fibrillation (AF)) wird schließlich das Auftreten von
VHF ohne strukturell zugrundeliegende kardiopulmonale Erkrankung einschließlich
arterieller Hypertonie bezeichnet (FUSTER et al., 2006, NATTEL, 2002). Es kann zu
einem Übergang von paroxysmalem zu permanentem VHF kommen, wobei sowohl
die Zeit, als auch die Ätiologie des VHFs, die Größe des linken Vorhofs und die PWellen-Dauer im EKG Einfluss auf das Fortschreiten haben (KERR et al., 2005,
FLAKER et al., 1995).
13
Experimenteller Teil
Bei 8% der VHF-Patienten kommt es nach einem Jahr, bei 25% nach fünf Jahren zu
einer Progression (AL-KHATIB et al., 2000). Eine Verlängerung der P-Wellen-Dauer
mit zunehmendem Alter ist zunächst zwar physiologisch, beträgt sie jedoch über 145
ms, so bedeutet dies ein um 43% erhöhtes Risiko (versus 4% bei Patienten mit nicht
verlängerter P-WelleDauer) für ein Fortschreiten des VHFs innerhalb der nächsten
26 Monate (ABE et al., 1997).
2.1.2 Thrombembolierisiko
Die Thrombogenese mit erhöhtem Risiko, einen Schlaganfall zu erleiden ist eine und
wohl die bedeutendste Komplikation, die unter VHF auftritt. Aufgrund dieser
Komplikationen ist das VHF mit einer bedeutsamen Morbidität und Mortalität
behaftet. So ist das Risiko aufgrund von Thrombusbildung im linken Vorhof nach
VHF ohne eine vorliegende Klappenerkrankung einen embolischen Schlaganfall zu
erleiden um das 2- bis 7-fache höher
im Vergleich zu altersentsprechenden
Personen im SR. Bei Patienten mit zugrundeliegender Klappenerkrankung steigt das
Risiko sogar auf 17% an (FUSTER et al., 2006). Wurden zusätzlich tatsächlich atriale
Thromben bei den Patienten diagnostiziert, so steigt das Langzeitrisiko einer
cerebralen Embolie und/oder eines so bedingten Todes ungeachtet einer
gerinnungshemmenden Therapie auf 51% (BERNHARDT et al., 2006).
Das Risiko einen Schlaganfall zu erleiden, ist dabei altersabhängig. In der
Framingham Studie lag es bei den 50 bis 59jährigen bei 1,5%, bei den 80 bis
89jährigen bereits bei 24% (FUSTER et al., 2006). Neben dem Alter gibt es noch
weitere unabhängige Risikofaktoren, wie vorangegangene Schlaganfälle oder
transitorische ischämische Attacken, Hypertension und Diabetes (Stroke Risk in
Atrial Fibrillation Working Group, 2007). Um das Schlaganfallrisiko im klinischen
Alltag beim einzelnen Vorhofflimmer-Patienten bestimmen zu können, gibt es
verschiedene Scoring-Systeme. Unter anderem das CHADS2, welches einzelne
Punkte für Kongestive Herzinsuffizienz, Hypertension, Alter über 75 und Diabetes
sowie 2 Punkte für einen vorangegangenen Schlaganfall vergibt (Congestive heart
failure, Hypertension, Age, Diabetes, Stroke). Erhält der Patient mehr als 3 Punkte,
14
Experimenteller Teil
so wird das Risiko einen Schlaganfall zu erleiden als hoch eingestuft (LIP und TSE,
2007).
Erschwerend hinzukommt, dass die im Zusammenhang mit VHF auftretenden
Schlaganfälle auch besonders schwerwiegend im Verlauf sind. Patienten mit einem
durch VHF verursachten Schlaganfall bleiben statistisch länger im Krankenhaus,
werden mit geringerer Wahrscheinlichkeit nach Hause entlassen und zeigen ein um
50% erhöhtes Risiko dauerhaft an Behinderungen zu leiden (MARINI et al., 2005,
LAMASSA et al., 2001).
2.1.3 Ätiologie
Zumeist tritt VHF im Zusammenhang mit zugrundeliegenden kardiovaskulären
Erkrankungen
wie
arterieller
Hypertonie,
Herzklappenvitien,
chronischer
Herzinsuffizienz, Kardiomyopathien, koronaren Herzerkrankungen einschließlich des
akuten Myokardinfarkts oder bradykarden Herzrhythmusstörungen auf (BENJAMIN
et al., 1994, DIKER et al., 1996). Auch chirurgische Eingriffe, besonders
Herzoperationen, können dem Auftreten von VHF vorausgehen. VHF ist die
häufigste
perioperative
Rhythmusstörung
(MATHEW
et
al.,
2004).
Nach
herzchirurgischen Operationen zeigen 16 bis 30% der Patienten VHF, begleitet von
verlängerter stationärer Aufnahme, häufiger auftretenden Schlaganfällen und einer
höheren Krankenhausmortalität (VILLAREAL et al., 2004).
Prädisponierend für die Entwicklung der Rhythmusstörung ist dabei die Volumenund Druckbelastung der Vorhöfe, die zu einer atrialen Dilatation führt. Daneben gibt
es zahlreiche extrakardiale Erkrankungen, die mit VHF assoziiert sind. Darunter
Atemwegserkrankungen, die wiederum die Druckbelastung auf die Vorhöfe
verstärken, wie Lungenembolien, COPD oder dem Schlafapnoesyndrom (VAZIRI et
al., 1994, GAMI et al, 2004). Aber auch Stoffwechselerkrankungen wie Diabetes
mellitus (BENJAMIN et al., 1994) und Hyperthyreose, bei welcher auch im
subklinischen Bereich bis zu 8,3% der Patienten VHF entwickelt, spielen eine Rolle
(FROST et al., 2005). Zugrundeliegend sind hierbei vermutlich ektope Zentren im
Bereich der Pulmonalvenen (CHEN et al., 2002).
15
Experimenteller Teil
Bei sonst herzgesunden Menschen, vornehmlich bei jüngeren Männern auftretend,
kann VHF auch durch übermäßigen Alkoholkonsum („Holiday Heart Syndrom“)
provoziert werden. Männer mit einem Alkoholkonsum über 20 g pro Tag zeigen ein
um 44% erhöhtes Risiko an VHF zu erkranken (ETTINGER et al., 1978, FROST et
al., 2005). Die Patienten kardiovertieren nach Abklingen der Alkoholeinwirkung meist
wieder spontan in den SR.
Auch psychosoziale Faktoren scheinen das Auftreten von VHF zu begünstigen. So
zeigen stressanfällige Patienten, die sehr leistungsorientiert und reizbar im Sinne
eines Typ-A-Verhaltens sind, auch häufiger Episoden von VHF (EAKER et al., 2004).
Daneben gibt es genetische Dispositionen, wobei nur bei wenigen Patienten eine
familiäre Häufung von VHF beobachtet werden konnte. Das Risiko für das Auftreten
von VHF ist jedoch um den Faktor 1,8 höher, wenn mindestens ein Elternteil daran
erkrankt war und erhöht sich auf das 3,1-fache, wenn zusätzliche Risikofaktoren
einer zugrundeliegenden Herz-Kreislauferkrankung ausgeschlossen werden können
(FOX et al., 2004). Die Heredität ist sehr komplex und noch recht unklar, meist liegt
allerdings
ein
polygenetischer
Erbgang
vor.
Bei
familiärem
VHF
mit
monogenetischem Erbgang gab es sowohl autosomal dominante als auch autosomal
rezessive Fälle. Auch wurden mehrere Genloki, die mit dem Entstehen von VHF in
Zusammenhang stehen, identifiziert (BRUGADA et al., 1997, CHEN et al., 2003,
ELLINOR et al., 2003, OBERTI et al., 2004, OLSON et al., 2005). So sind z. B.
genetische Variationen von Ionenkanälen, wie der Defekt am Kaliumkanal KCNQ1,
der durch eine gain-of-function Mutation die Aktionspotentialsdauer verkürzt und
dadurch VHF initiiert, nachgewiesen worden. Ein weiteres Beispiel ist ein
spezifischer Natriumkanaldefekt (SCN5α), aufgrund dessen es zu einer dilatativen
Kardiomyopathie bei den Patienten kommt. Im Alter von 28 Jahren entwickeln 43%
der Betroffenen zusätzlich VHF. Derselbe Gendefekt ist auch beim Long-QTSyndrom, Brugada-Syndrom und Sick Sinus Syndrom zu finden (OLSON et al.,
2005). Auch ein Einfluss des Insertions/Deletions-Polymorphismus des Angiotensin
Converting Enzyms konnten nachgewiesen werden (TSAI et al., 2004).
16
Experimenteller Teil
2.1.4 Pathophysiologie
Die
vorherrschende
Theorie
zum
elektrophysiologischen
Mechanismus
der
Entstehung von VHF ist das Auftreten von Reentry-Kreisen innerhalb der Vorhöfe.
Sie wurde im frühen 20ten Jahrhundert entwickelt und in den sechziger Jahren durch
die Entwicklung der „multiple wavelet“-Hypothese spezifiziert (Moe et al., 1964).
Danach beruht VHF auf dem gleichzeitigen Auftreten multipler, unabhängiger atrialer
Erregungskreise. Diese ändern, einmal initiiert, ständig ihre Größe, Konfiguration und
Lokalisation
in
Abhängigkeit
der
aktuellen
lokalen
Refraktär-und
Leitungsgeschwindigkeit des Vorhofmyokards (Mikro-Reentry). Während einzelne
Reentry-Kreise spontan terminieren, werden andere reinduziert. Die Stabilität des
VHFs wird dabei durch die Anzahl der bestehenden Erregungskreise bestimmt,
welche wiederum abhängig ist von der verfügbaren Masse erregbaren Gewebes und
von der Wellenlänge (ZIPES, 1992,
ALLESSIE, 1998). Da die Wellenlänge ein
Produkt aus Leitungsgeschwindigkeit und Refraktärzeit ist, nimmt diese eine
Schlüsselposition zur Entstehung von Reentry-Kreisen ein. Durch eine Verkürzung
der
Refraktärzeit
Erregungskreisen
und
und
somit
ihre
der
Wellenlänge
Etablierung
wird
begünstigt.
die
Entstehung
Andererseits
bildet
von
die
Verlängerung der Refraktärzeit eine Säule der VHF-Therapie.
Fibrotische Areale oder Narbengewebe prädisponieren für das Entstehen solcher
Reentry-Prozesse, da hier die Erregungsleitung verlangsamt und nicht homogen
stattfindet und sorgen so für das zur Entstehung der Arrhythmie notwendige
Substrat. So kommt es eher zum unidirektionellen Leitungsblock und zu Makro
Reentry Kreisen, die wiederum die Basis für das Entstehen von VHF bilden. MakroReentry besitzt im Gegensatz zum Mikro-Reentry eine fixierte Kreisbahn, deren
Länge der anatomischen Leitungsbahn entspricht. Auch Vorhofveränderungen wie
Dehnung und Hypertrophie, sowie Änderung der vegetativen Innervation bilden das
Substrat zum Entstehen von VHF (MOE, 1962, NATTEL, 2002, SCHÖNFELDER et
al., 2006, SCHOTTEN et al., 2011).
Aufgrund der zahlreichen neuen Befunde v.a. beim Mapping von VHF der letzten
Jahre, wird immer deutlicher, dass die Multiple-Wavelet-Hypothese allein nicht
17
Experimenteller Teil
ausreicht, um alle Formen des VHFs zu erklären. So konnte gezeigt werden, dass
einzelne abnorme fokale Aktivitäten (Ektopien), die häufig in den Pulmonalvenen
lokalisiert sind, den Vorhof zentrifugal erregen und dadurch VHF erzeugen
(HAISSAGUERRE et al., 1997). Pulmonalvenenfoci können auch wiederum Trigger
für multiple-wavelet-VHF sein.
Tritt VHF auf, kommt es schon nach kurzer Zeit zum elektrisch atrialen Remodeling
mit progressiver Verkürzung der atrialen Refraktärzeit. Parallel kommt es zu einer
Veränderung der Gewebestruktur und der Kontraktilität des Vorhofmyokards
(kontraktiles und strukturelles Remodeling). Das sarkoplasmatische Retikulum
degeneriert, die Expression von interzellulären „gap junction“ Proteinen, besonders
den Connexinen und zahlreichen Ionenkanälen wird variiert und die Myofibrillen
werden reduziert. Ergebnis sind eine zumindest kurzfristig nicht reversible
verminderte Kontraktilität der Vorhöfe und Muskeldegenerationen (EVERETT et al.,
2000). Diese Umbauvorgänge wiederum begünstigen weiterhin das Auftreten und
den Erhalt der Arrhythmie („AF begets AF“), die Konversion von VHF in den SR wird
zusehends schwieriger (VAN GELDER et al., 1996, WIJFFELS et al., 1995). Als
zellulärer
Mechanismus zur Auslösung der Remodeling- Vorgänge wird eine
Calcium-Überladung
der
Vorhofmyokardzellen
durch
häufige
Depolarisation
angenommen (NATTEL, 2002, VEST et al., 2005). Somit kommt den Veränderungen
des transmembranösen Calciumstroms und der intrazellulären Calciumhomöostase
eine zentrale Bedeutung in der Pathophysiologie des VHFs zu. Neben einer erhöhten
spontanen Calcium-Entladung aus dem sarkoplasmatischen Retikulum (sog. Ca2+Sparks) erfolgt langfristig eine Modulation des L-Typ-Calcium-Kanals, die eine
Verkürzung der Plateauphase und somit des Aktionspotentials bewirkt. Auch die
verminderte Kontraktionskraft der Vorhöfe ist auf eine reduzierte Aktivität des L-TypCalcium-Kanals zurückzuführen.
2.1.5 Therapie
Basis einer jeden Therapie von VHF stellt aufgrund des erhöhten Schlaganfallrisikos
die Thrombembolieprophylaxe dar. Diese wird individuell mit Cumarinderivaten, im
18
Experimenteller Teil
Einzelfall mit ASS durchgeführt (LIP, 1999). Daneben gibt es grundsätzlich zwei
Therapiestrategien:
zum
einen
die
Frequenzkontrolle,
zum
anderen
die
Rhythmuskontrolle. Beide Strategien können wiederum medikamentös oder nicht
pharmakologisch durchgeführt werden. Pharmaka, die zur Frequenzkontrolle
eingesetzt werden, sind ß-Blocker und Calciumantagonisten sowie bei bestehender
Herzinsuffizienz gelegentlich Digitalisglykoside (LEWALTER und LÜDERITZ, 2000).
Bei pharmakotherapieresistenten Patienten bleibt zur Frequenzkontrolle die AVKnoten-Ablation mit Schrittmacherimplantation oder, weniger wirksam, die AVKnoten-Modifikation (LEE et al., 1998, WOOD et al., 2000, KIRCHHOF und
ECKARDT, 2010). In den letzten Jahren wird entweder kathetertechnisch oder
chirurgisch die Ablation des linken und/ oder rechten Vorhofmyokards durchgeführt.
Ziel ist es dabei, einen stabilen SR wiederherzustellen (KIRCHHOF und ECKARDT,
2010, HUNTER und SCHILLING, 2010).
Die medikamentöse Rhythmuskontrolle, mit dem Ziel der Kardioversion von
persistierendem VHF in den SR und einer Aufrechterhaltung des SR, wird bei
Patienten ohne kardiale Grunderkrankung vor allem mit Flecainid (Klasse IC
Antiarrhythmikum nach VAUGHAN WILLIAMS (1970), Natriumkanalblocker), bei
Patienten mit kardialer Grunderkrankung mit Amiodaron durchgeführt. Amiodaron ist
ein Klasse III Antiarrhythmikum nach VAUGHAN WILLIAMS (1970), das eine starke
Hemmung der Kaliumkanäle und somit eine Verlängerung des Aktionspotentials und
der Refraktärzeit des Herzmuskelgewebes bewirkt. Zusätzlich hat es auch eine
mäßig stark hemmende Wirkung auf α-, β- (entsprechend Klasse II Antiarrhythmika)
und muskarinerge Rezeptoren. Teilweise werden auch schnelle und mittlere
Natriumkanäle blockiert (entsprechend Klasse IA und IB Antiarrhythmika) als auch
Calciumkanäle (entsprechend Klasse IV Antiarrhythmika).
Unter antiarrhythmischer Medikation sind 50% der Patienten nach einem Jahr noch
im SR, im Gegensatz zu einem Viertel ohne Medikamentengabe (COPLEN et al.,
1990, BENDITT et al., 1999). Oft wird die medikamentelle Therapie mit der
elektrischen Kardioversion kombiniert, die mittels Katheter-Ablation, Maze-Operation
oder atrialer Defibrillation erreicht werden kann.
19
Experimenteller Teil
Aufgrund der unterschiedlichen Formen des VHFs mit und ohne kardiale
Grunderkrankung und auch der sehr variablen Symptome und Risikobewertungen
sollte die Therapiestrategie immer individuell auf den Patienten abgestimmt werden.
Ein besseres Verständnis der Ursachen von VHF und der Wirksamkeit der
einsetzbaren Medikamente könnte einen gezielteren, kürzeren Einsatz der
Therapiemöglichkeiten mit besserem, auch langfristig erreichtem Therapieziel der
Kardioversion ermöglichen.
2.2 VHF bei Tieren
2.2.1 Pferd
Beim Pferd ist VHF die häufigste, klinisch bedeutsame Herzrhythmusstörung und
außerdem die häufigste kardiovaskuläre Ursache für einen Leistungsabfall
(STADLER et al., 1994, REEF et al. 1995, MITTEN 1996, GEHLEN und STADLER,
2002, RYAN et al., 2005, YOUNG und VAN LOON 2005). Die Prävalenz des VHFs
liegt je nach Literaturangabe zwischen 0,23 und 5,3% (HOLMES et al., 1969,
DEEGEN, 1971, ELSE und HOLMES, 1971, DEEM und FREGIN, 1982). Dabei
kommt es zunächst in jeder Pferderasse gleichermaßen vor, allerdings spielt die
Größe der Rasse eine entscheidende Rolle. So wird es so gut wie nie bei Ponys
beobachtet (HOLMES et al., 1969, ELSE und HOLMES, 1971, DEEM und FREGIN,
1982, REEF et al., 1995). Es erscheint in allen Altersstufen, sogar bei Neonaten
(MACHIDA et al., 1989, YAMAMOTO et al., 1992). Allerdings zeigt eine Studie zum
Auftreten von VHF bei Rennpferden (OHMURA et al., 2003), dass Pferde, die vier
Jahre und älter sind, ein höheres Risiko zeigen, VHF nach einem Rennen zu
entwickeln. Einige Autoren beschreiben ein häufigeres Auftreten bei männlichen
Tieren (HOLMES et al., 1969, ELSE und HOLMES, 1971, DEEM und FREGIN,
1982, REEF et al., 1988), während andere keine geschlechtsspezifischen
Unterschiede entdecken können. ELSE und HOLMES (1971) benennen die
20
Experimenteller Teil
Prävalenz von VHF nach Untersuchungen einer großen Gruppe von Tieren
gemischten Ursprungs mit 2,4 bis 2,5%. Sie stellten auch fest, dass bei solchen
Untersuchungen die Prävalenz mit dem Alter zunahm. Für die hohe Prävalenz des
VHFs beim Pferd gibt es v.a. zwei Gründe: Zum einem sind bereits beim normal
großen Pferd die Atrien so groß, dass VHF, sofern es einmal initiiert wurde, bestehen
bleibt. Umso geringer ist die Wahrscheinlichkeit der Kardioversion in den SR bei
Pferden mit dilatierten Vorhöfen. Zum anderen zeigt das Pferd, im Vergleich zu
anderen Tierarten, einen hohen Vagustonus, der über die Acetylcholinfreisetzung zu
einer ungleichmäßig verteilten Verkürzung der Refraktärzeiten und somit zu einer
Ungleichmäßigkeit dieser führt (PATTESON, 1996, MARR, 1999). Dies wiederum
begünstigt das Entstehen von Reentry Phänomenen und somit das Entstehen von
VHF.
Ätiologisch lässt sich die Erkrankung wiederum in VHF mit kardiovaskulärer
Grunderkrankung und „lone AF“ unterteilen, wobei die Pferde ohne vorherrschende
Grunderkrankung zumeist jung sind und durch Leistungsschwäche auffällig werden
(DEEM und FREGIN, 1982). Wichtige prädisponierende Erkrankungen stellen auch
beim Pferd kardiale und respiratorischen Grunderkrankungen sowie aber auch
Elektrolytimbalancen
und
gastrointestinale
Erkrankungen
dar.
Die
Herzveränderungen sind auch beim Pferd an erster Stelle zu nennen. Meist tritt zu
Anfang
eine
(mehr
oder
weniger
stark
ausgeprägte)
Mitral-oder
Trikuspidalklappeninsuffizienz auf, gefolgt von atrialer Dilatation, was wiederum für
VHF prädisponiert (HOLMES et al., 1969, ELSE und HOLMES, 1971, KIRYU et al.,
1974, DEEM und FREGIN, 1982, MORRIS und FREGIN, 1982, DEEGEN, 1986,
REEF et al., 1988, BLISSITT, 1999). Ein Pferd mit einer Herzinsuffizienz entwickelt
aufgrund der anatomischen Gegebenheiten im Allgemeinen auch VHF (DEEM und
FREGIN, 1982, BELGRAVE, 1990, TAYLOR et al., 1991, SEAHORN und
HORMANSKI, 1993).
Neben der vorberichtlichen Leistungsinsuffizienz, zeigen sich bei der klinischen
Untersuchung betroffener Pferde auskultatorisch immer eine absolute Arrhythmie,
ein fehlender vierter Herzton und eine wechselnde Lautstärke des zweiten Herztons
(MARR, 1999, GEHLEN und STADLER, 2002). Der erste Herzton kann zusätzlich
21
Experimenteller Teil
gespalten erscheinen (BLISSITT, 1999). Auch der Arterienpuls ist vollkommen
unregelmäßig und ein Pulsdefizit kann vorhanden sein. Die Herzfrequenz unter der
klinischen Untersuchung kann sowohl erhöht (GEHLEN und STADLER, 2004) als
auch normal sein (DEEGEN, 1986, MARR, 1999), während Belastung sind Pferde
mit VHF jedoch immer tachykard (DEEGEN und BUNTENKÖTTER, 1976, GEHLEN
et al., 2005). Außerdem ist der Lungenkapillardruck im Vergleich zum gesunden
Pferd deutlich erhöht (GEHLEN et al., 2006), was die gestörte Hämodynamik
während Belastungsphasen beim Pferd mit VHF belegt und die Leistungsschwäche
der
Tiere
erklärt.
Als
Symptome
der
zugrundeliegenden
dekompensierten
Herzerkrankung können noch eine erhöhte Ruhefrequenz, ventrale Ödeme, Epistaxis
und Stauungslunge auffällig werden.
Im Gegensatz zum Menschen oder zu anderen Haustieren wie z.B. der Katze,
besteht bei Pferden mit VHF kein erhöhtes Thrombembolierisiko mit vermehrtem
Auftreten von Schlaganfällen und einer damit im Zusammenhang stehenden
erhöhten Sterberate. „Lone AF“ zeigt aufgrund dessen, solange eben keine
verknüpfte primäre Herzerkrankung auftritt, eine gute Prognose, selbst wenn die
Herstellung eines stabilen SR nicht gelingt (YOUNG, 2003).
Die Therapie der Wahl bei equinem VHF ist die intravenöse Gabe von Chinidinsulfat
(Klasse IA Antiarrythmikum, Natriumkanalblocker; MUIR et al., 1990, GEHLEN und
STADLER, 2002, GOLTZ et al., 2009). Die Erfolgsrate liegt hier bei etwa 65%
(GEHLEN und STADLER, 2002). Durch zusätzliche Prämedikation mit einem ACEHemmer und/oder einem Antiarrhythmikum der Klasse 1C lässt sich die Zahl der
Therapieversuche minimieren (GOLTZ et al., 2009). Alternativ werden elektrische
Kardioversionsmethoden angewendet, die vor allem bei Pferden mit vergrößertem
Vorhofvolumen, das als zusätzliches Risiko eines Rezidivs gilt, interessant sein
dürften.
Durchgeführt wird die transvenöse elektrische Kardioversion mittels
Herzkatheder in Allgemeinanästhesie, was allerdings analog zu Beobachtungen in
der Humanmedizin, zu Barotraumen, Myokardschäden und Herzrhythmusstörungen
führen
kann
(VAN
LOON,
2006).
Zusammenfassend
erscheint
die
Chinidinsulfatinfusion bisher erfolgversprechender und auch nebenwirkungsärmer
(GOLTZ et al., 2009).
22
Experimenteller Teil
2.2.2 Hund
Auch beim Hund ist VHF eine bedeutsame Herzrhythmusstörung, die sowohl als
„lone AF“, aber wiederum meist im Zusammenhang mit einer zugrundliegenden
Herzerkrankung auftritt. So spielen die dilatative Kardiomyopathie bei den
sogenannten Riesenrassen und erworbene Klappenerkrankungen bei kleineren
Hunderassen eine bedeutsame Rolle (BRUNDEL et al., 2005). Insgesamt sind
vornehmlich größere Rassen betroffen. Im Zusammenhang mit der Erkrankung ist
beim Hund eine erhöhte Mortalität beschrieben (BOHN et al., 1971, BOEVE et al.,
1984, BONAGURA et al., 1986). Die durchschnittliche Prävalenz des VHFs bei
Hunden liegt bei 0,15%, wobei sie zwischen 0,04% beim Zwergpudel und 5,84%
beim Irischen Wolfshund schwankt. Männliche Tiere sind in allen Rassen häufiger
betroffen als weibliche (WESTLING et al., 2008).
Die Pathophysiologie des VHF beim Hund entspricht prinzipiell der zuvor
beschriebenen, wobei zusätzlich die Theorie der „kritischen Masse“ des Herzens
eine Rolle zu spielen scheint, wie auch beim equinen VHF. Auch bei Hunden ist eine
Kardioversion in den SR, sofern VHF einmal initiiert wurde, oft nicht dauerhaft
möglich (FOX et al., 1999, NELSON und COUTO, 2006).
2.2.2.1 Canine VHF-Modelle
Der Hund hat aber vor allem auch als Tiermodell für die Untersuchung von VHF
Bedeutung erlangt. So wurden die ersten Studien bereits zu Beginn des 20ten
Jahrhunderts
am
caninen
VHF-Modell
durchgeführt
WINTERBERG, 1914). Inzwischen wurde in zahlreichen
(ROTHBERGER
und
Studien das spontane
Auftreten von VHF beim Hund nach adrenerger und muscarinerger Stimulation
(ROTHBERGER und WINTERBERG, 1914, GOLDBERGER und PAVELEC, 1986,
OLGIN et al., 1998, SHARIFOV et al., 2004) sowie das elektrische Remodeling im
Hundemodell nach schnellem atrialen Pacing (FAREH et al., 1998, YUE et al., 1999,
VERHEULE et al., 2004) und strukturelles Remodeling im caninen Modell zum VHF
mit zugrundeliegender Herzinsuffizienz (LI et al., 1999, SHI et al., 2001, CHA et al.,
2004, BRUNDEL et al., 2006) untersucht. Außerdem wurde ein canines Model mit
23
Experimenteller Teil
steriler Perikarditis und Vorhofflattern sowie VHF entwickelt (PAGE et al., 1986). Im
Hundemodell wurde auch das Auftreten von VHF im Altersverlauf näher untersucht
(ALLESIE et al., 2001, ANYUKHOVSKY et al., 2002 und 2005). Dabei zeigte sich,
dass ältere Hunde (>8 Jahre) eine veränderte Morphologie der Aktionspotentiale mit
erniedrigtem Peak und Plateau, erniedrigter Depolarisationsrate und erniedrigtem
Ruhemembranpotential
aufwiesen.
Zusätzlich
fiel
eine
Heterogenität
der
Refraktärzeiten in unterschiedlichen Bereichen des Herzgewebes auf und die PWellen-Dauer im Alter war verlängert. Am Herzen älterer Hunde wurden vermehrt
Fibroseprozesse beschrieben (ANYUKHOVSKY et al., 2002). Die einzelnen
Hundemodelle stellen also wichtige Pfeiler der Grundlagenforschung zum VHF dar.
2.2.3 Transgene Mausmodelle
Um die molekularen Signalwege, die elektrischem und strukturellem Remodeling
zugrundeliegen und somit das Auftreten von VHF begünstigen, zu entschlüsseln,
wurden einige transgene Mausmodelle entwickelt und erforscht. Oft tritt VHF, wie
unter physiologischen Bedingungen bei Mensch und Tier auch, dabei im
Zusammenhang mit Kardiomyopathien oder strukturellen Herzerkrankungen auf
(FINET et al., 2009).
Der Zusammenhang von inflammatorischen und fibrotischen Vorgängen und der
Entwicklung von VHF wurde unter anderem an Mäusen mit Überexpression des
TNFα (SABA et al., 2005), TGFβ1(VERHEULE et al., 2004), der Rac1 GTPase
(ADAM et al., 2007, REIL et al. 2010) und des Angiotensin-konvertierenden Enzyms
(XIAO et al., 2004) untersucht. Auch die Überexpression von verschiedenen
Ionenkanälen (z.B. Kir 2.1(IK1) und KCNQ1(IKs), NOUJAIM et al., 2007, SAMPSON
et al., 2008) im Mausmodell war Gegenstand wissenschaftlicher Untersuchungen
und somit der Zusammenhang von Repolarisation und fibrillatorischer Aktivität. Ein
Schwerpunkt der wissenschaftlichen Arbeiten der Arbeitsgruppe FABRITZ und
KIRCHHOF des Universitätklinikums Münster untersucht ebenfalls Mausmodelle mit
atrialen
Veränderungen
und
Arrhythmien.
Es
wurden
unter
anderem
die
Auswirkungen einer kardialen Überexpression der Adenosinrezeptoren A1 und A3
24
Experimenteller Teil
auf die Elektrophysiologie und die Morphologie des Herzens im Mausmodell näher
charakterisiert (KIRCHHOF et al., 2003, FABRITZ et al., 2004). Außerdem wurde
anhand eines Mausmodells mit herzgerichteter Expression von CREM- Ib∆C-X der
klinische Krankheitsverlauf von sporadisch auftretendem VHF untersucht. Dieses
Mausmodell ist vor allem interessant, da das VHF ohne gleichzeitig auftretende LVInsuffizienz erscheint (MÜLLER et al., 2005).
2.3 Guaninnucleotid-bindende Proteine (G-Proteine)
2.3.1 Funktion
Schnelle Reaktionen auf sich verändernde Umweltbedingungen und die Steuerung
der umfangreichen Vorgänge in lebenden Zellen erfordern komplexe regulatorische
Netzwerke. Zentrale Bestandteile dieser Netzwerke stellen in eukaryotischen Zellen
Signalkaskaden dar, die durch endogene und exogene Reize aktiviert werden, das
Signal weiterleiten und häufig auch verstärken. G-Proteine besetzen eine
Schlüsselrolle in diesen Signalkaskaden. Sie wirken als molekulare Schalter, die
zwischen aktiver, GTP-gebundener, und inaktiver, GDP-gebundener, Konformation
wechseln können (GIBBS et al., 1984, BOURNE et al., 1990). Sie sind an der
Innenseite der Cytoplasmamembran lokalisiert und leiten Signale von heptahelikalen
Rezeptoren (G-Protein gekoppelter Rezeptor, GPCR) an Effektoren im Inneren der
Zelle weiter.
Die G-Proteine bestehen aus einer Gα- Untereinheit und einem Gβγ-Dimer. Die GαUntereinheit bindet Guaninnukleotide und besitzt eine GTPase-Aktivität. Im inaktiven,
GDP gebundenen Zustand, liegt das G-Protein als Heterotrimer vor und ist an den
GPCR gebunden. Der erste Schritt in der Signalübertragung ist die Bindung eines
Liganden
an
den
Rezeptor.
Infolge
dessen
kommt
es
zu
einer
Konformationsänderung des Rezeptors und des assoziierten G-Proteins mit
Austausch von GDP gegen GTP an der α-Untereinheit. Dadurch wird der
25
Experimenteller Teil
heterotrimere G-Protein-Komplex instabil und dissoziiert in α-Untereinheit und βγDimer (GILMAN, 1987). Die aktivierten Untereinheiten aktivieren nun weitere zelloder membranständige Effektoren und sind somit für die Signaltransduktion
verantwortlich
(CLAPHAM
und
NEER,
1997).
Die
Terminierung
der
Signalweiterleitung erfolgt durch die intrinsische GTPase-Aktivität der α-Untereinheit,
die GTP unter Abspaltung organischen Phosphats in GDP hydrolysiert. Dimer und αUntereinheit reassoziieren
und der inaktivierte Ausgangszustand ist wieder
hergestellt. Die GTPase-Aktivität der α-Untereinheit kann ihrerseits durch die
verschiedenen Effektoren sowie durch RGS-Proteine (Regulators of G-Protein
Signaling) modifiziert und beschleunigt werden (ISHII et al., 2003).
2.3.2 Aufbau
2.3.2.1 Die Gα- Untereinheit
Die Gα- Untereinheit besteht aus zwei Domänen: einer Domäne mit der intrinsischen
GTPase-Funktion und den sogenannten „Switch Regions“, die an der Bindung und
Hydroliysierung von GTP beteiligt sind, und einer helikalen Domäne, die das GTP ins
Zentrum des Proteins transportiert und verdeckt. Durch die Bindung von GTP kommt
es zu einer Konformationsänderung in drei flexible Regionen, so dass die Affinität zur
βγ-Untereinheit
abnimmt.
Die
Spezifität
der
α-Untereinheit
und
somit
die
Interaktionen mit Effektoren wird durch die letzten 7 bzw. 5 Aminosäuren der Cterminalen Region bestimmt. Ein größerer Teil der C-terminalen Region und das NEndstücks binden auch an den membranständigen Rezeptor.
2.3.2.2 Die Gβγ-Untereinheit
Die Gβ-Proteine bestehen aus 7 Sequenzwiederholungen von jeweils etwa 40
Aminosäuren, die in Propellerblatt-Struktur angeordnet sind. Sie gehören somit zur
Superfamilie der Propeller-Proteine. Über die N-terminale Region ist die βUntereinheit mit der γ-Untereinheit verbunden. Beide bilden zusammen ein
funktionelles Monomer, das nur durch Denaturierung trennbar ist. Alleine für sich
26
Experimenteller Teil
sind die Untereinheiten nicht funktionstüchtig. Die γ-Untereinheit weist eine α-helikale
Struktur auf. Die Funktion der βγ-Untereinheit besteht darin, die α-Untereinheit zu
stabilisieren und deren Rezeptoraffinität zu erhöhen. Sie besitzt aber außerdem die
Fähigkeit ebenfalls verschiedene Effektoren zu aktivieren oder inhibieren.
2.3.3 Klassifizierung
Die Klassifizierung der G-Proteine erfolgt anhand der α-Untereinheit und den
Effektoren, mit denen sie in Wechselwirkung tritt. Es gibt vier Familien: Gs-, Gi-, Gqund G12/13-Proteine (s. Tabelle 1).
Tabelle 1: Klassifizierung der heterotrimeren G-Proteine nach ihren Gα-Untereinheiten (nach
OFFERMANN und SCHULTZ, 1994, aktualisiert)
1
(s) und (l) bezeichnen kurze bzw. lange Spleißvarianten der entsprechenden Gα-Untereinheit, (xl) bezeichnet eine Variante
von Gαs mit 74 kDa.
27
Experimenteller Teil
2
AC: Adenylylcyclase; ASK: Apoptosis-signal regulierende Kinase; cGMP-PDE: cGMP-spaltende Phosphodiesterase; DGK:
Diacylglycerol-Kinase; PI3K: Phosphoinositid-3-Kinase; PLC-β: Phospholipase C-β; Rho-GEF: Guaninnukleotid-AustauschFaktor der Ras-homologen monomeren GTPase Rho; ↑ = Stimulation; ↓= Hemmung.
3
Gt(r) und Gt(c) bezeichnen Transduzine in Stäbchen- (engl.: „rod“) und Zapfenzellen (engl. „cone“) der Retina.
4
Gα15/16 sind Speziesvarianten von Maus bzw. Mensch.
Familie
Subtyp
Gs
Gs(s), s(1)
1
Vorkommen
Effektoren
ubiquitär
AC ↑
2
2+
Gi
2+
[Ca ] ↑
Gs(x1)
?
AC ↑
[cAMP] ↑
Golf
olfaktorisches Epithel
AC ↑
[cAMP] ↑
Retina
cGMP-PDE ↑
[cGMP] ↓
Ggust
Geschmacksknospen
cGMP-PDE ↑
?
Gi1
überwiegend neuronal
AC ↓
[cAMP] ↓
Gt(r,c)
3
K -Kanal ↓
?
Gi2, i2(1)
ubiquitär
AC ↓
[cAMP] ↓
Gi3
überwiegend nicht-neuronal
AC ↓
[cAMP] ↓
+
K -Kanal ↓
Go1, o2, o3
Gz
G12
[cAMP] ↑
Ca -Kanal ↑
+
Gq
Zelluläre Effekte
neuronal, endokrin
neuronal, endokrin, Thrombozyten
?
2+
Ca -Kanal ↓
[Ca ] ↓
2+
DGK
[DAG] ↓
rap 1 GAP ↑
?
AC ↓?
[cAMP] ↓
rap 1 GAP ?
?
2+
Gq
ubiquitär
PLC-β ↑
[Ca ] ↑, [DAG] ↑
G11
nicht-hämatopoetische Zellen
PLC-β ↑
s.o.
G14
Hoden, Milz, Nieren
PLC-β ↑
s.o.
4
G15/16
hämatopoetische Zellen
PLC-β ↑
s.o.
G12
ubiquitär
Rho-GEF ↑
↑ Na+/H+-Austauscher
Cadherin ↓
inhibiert Zelladhäsion
Rho-GEF ↑
↑ Na+/H+-Austauscher
ASK-1 ↑
Induktion von Apoptosis
G13
ubiquitär
G-Proteine der Gs-Familie stimulieren die Adenylatzyklase (JONES und REED.
1989, SUNAHARA et al., 1996, BELLUSCIO et al., 1998, KARP, 2005). Gi-Proteine
hemmen überwiegend die Adenylatzyklase, wobei es auch Subtypen gibt, die
28
Experimenteller Teil
Kalium- und Calciumkanäle beeinflussen oder die Phosphodieesterase 6 aktivieren
(TAUSSIG und GILMAN, 1995, WONG et al., 1996, KARP, 2005). Die Gruppe der
Gq-Proteine unterteilt sich in Gq-, G11-, G14- und G15/16-Proteine. Sie alle
stimulieren Phospholipasen vom Cβ-Typ (PLCβ), die Phosphatidylinositol zu
Inositoltriphosphat (IP3) und Diacylglycerin (DAG) hydrolysiert. So kommt es zu einer
IP3-vermittelten Ca2+-Freisetzung aus intrazellulären Speichern (BLANK et al.,
1991, LEE und RHEE, 1995) und durch DAG unter anderem zu einer Aktivierung der
Proteinkinase C (PKC) und weiterführend zu einer modifizierten Genexpression. Die
Vertreter der G12/13-Familie sind bisher weniger gut charakterisiert. Zu ihren
potentiellen Effektoren gehören die Tyrosinkinasen BTK und Src, die Phospholipase
D, die Proteinkinase C und ein GTPase aktiviertes Protein für Ras (KARP, 2005).
Auch von der Gβγ-Untereinheit sind bisher mehrere Isoformen bekannt. Es wurden
inzwischen mindestens 20 verschieden Gα-Untereinheiten (s. Tabelle 1), 5 GβUntereinheiten und 11 verschiedene Gγ-Untereinheiten nachgewiesen (KARP,
2005).
2.3.4 Kardiale Signaltransduktion
Am Herzen spielen zwei G-Protein-gekoppelte Signaltransduktionswege eine
wichtige Rolle:
1. die β-adrenerge Signaltransduktionskaskade, bei welcher die Adenylatzyklase
über Gαs oder Gαi aktiviert bzw. inhibiert wird
2. der Gq/11-gekoppelte Signaltransduktionsweg
Die Gq/11-Signaltransduktionskaskade ist sowohl an der Regulation der Inotropie
und Chronotropie beteiligt (SCHOLZ et al., 1988, SCHOLZ, 1989) als auch bei der
durch α1-Adrenorezeptoren sowie durch andere Agonisten, wie Endothelin-1 oder
Angiotensin II, vermittelten Induktion kardialer Hypertrophie (SUGDEN et al., 1998,
MARUYAMA et al.,2002). Außerdem scheint sie auch bei der Entwicklung kardialer
Arrhythmien, insbesondere atrialer Arrhythmien und atrialem Remodeling, eine Rolle
zu spielen (HIROSE et al., 2009).
29
Experimenteller Teil
Nach Gq-vermittelter Stimulation des Effektormoleküls PLCβ, spaltet diese
Phosphatidylinositol-(4,5)-bisphosphat (PIP2) in die second messenger IP3 und DAG
(SCHOLZ, 1989, WU et al., 1992, KRAUSS, 2003). Das membranständige DAG
aktiviert wiederum die ebenfalls membranständige PKC, die über monomere GProteine wie Ras und Rac, die Mitogen-aktiven Proteinkinasen aktiviert. Hier sind
zum Beispiel durch extrazelluläre Signale regulierte Kinasen (ERKs), c-Jun NH2
terminale Kinasen (JNKs) oder p38 Mitogen-aktivierte Kinasen (p38-MAPKs) zu
nennen. Diese greifen in die Transkription der Zelle ein und erfüllen damit die
physiologische Funktion der Zellprotektion und Transkriptionskontrolle, stellen aber
auch einen entscheidenden Eckpfeiler bei der Entwicklung kardialer Hypertrophie dar
(SUDGEN et al., 1998, MARUYAMA et al., 2002). Über die IP3-Freisetzung kommt
es zu einer vermehrten Ausschleusung von Calciumionen (Ca2+) aus den
intrazellulären Speichern (GRIENDLING et al., 1989, FLUCKIGER et al., 1992).
Zusätzlich erfolgt durch Öffnung zellmembrangebundener Calciumkanäle ein Anstieg
der intrazellulären Calciumkonzentration (DOUGLAS und OHLSTEIN, 1997,
RUBANYANI und POLOKOFF, 1994, s. Abb.1).
30
Experimenteller Teil
Ado
Ado
A3
RHoA
PLD
+
PLC
PC
Pi
+
Gq
A1
Gi
AC
-
cAMP
PIP2
DAG
Exercise
+
Gs
β
ATP
IP3
+
PKC
PKA
Ca2+- Konzentration
Zelltranskription
Abbildung 1: Vereinfachte Darstellung der vermuteten Signaltransduktionswege, die bei einer
kardialen Gα
αq-Protein-Überexpression eine Rolle spielen
A1: A1 Adenosinrezeptor, A3: A3 Adenosinrezeptor,
AC: Adenylatcyclase, DAG: Diacylglycerin, IP3: Inositol(1,4,5)- Triphosphat, PC: Phosphatidylcholin,
PIP2: Phosphatidylinositol(4,5)-Diphosphat, PKA: Proteinkinase A, PKC: Proteinknase C, PLC:
Phospholipase C, PLD: Phospholipase D
2.4 Kardiale Überexpression von Gα
αq- Protein: Tiermodell
2.4.1 Folgen der Gα
αq Aktivierung
In dem dieser Arbeit zugrundeliegenden transgenen Mausmodell kommt es zu einer
transienten herzspezifischen Überexpression eines Hämagglutinin (HA)-Epitop-
31
Experimenteller Teil
markierten Gαq-Proteins. Die Expression steht unter der Kontrolle des α-MyosinSchwere-Ketten (α-MHC)-Promotors, was die Herzspezifität und eine begrenzte
Expression während der Entwicklung von Atrium und Ventrikel gewährleistet. Die
Gαq- Protein Expression ist im Mausmodell im Alter von 2 Wochen in den Atrien um
30±3% und in den Ventrikeln um 56±15% erhöht. Danach nehmen die Proteinlevel
ab. Im Alter von 4 Wochen liegen die Werte noch bei 28±8% des zuvor genannten
Levels. Im Lebensalter von 10 Wochen ist kein HA-Epitop-markiertes Gαq- Protein
mehr nachweisbar (MENDE et al., 1998).
Die Aktivität der Effektormoleküle bleibt allerdings erhöht. Im Alter von 10
Lebenswochen ist die atriale PLCβ- Aktivität um das 9 bis 10fache erhöht und die
ventrikuläre immerhin verdoppelt. Die basalen DAG-Levels sind ventrikulär in einem
Lebensalter von 2 und 10 Wochen zunehmend erhöht, während die atriale Zunahme
zu diesem Zeitpunkt keinen signifikant veränderten Level erreicht.
Die chronische Aktivierung der PLCβ führt wiederum zur Stimulierung der PKC. Im
adulten Herzen sind drei Isoformen der PKC, PKCα, PKCδ und PKCε, bekannt.
Sowohl die atriale als auch die ventrikuläre PKC-Aktivität ist im Mausmodell der GαqProtein überexprimierenden Mäuse verändert, wobei das Ausmaß je nach PKCIsoform variiert. Die Aktivität der PKCα und der PKCδ sind im Vergleich zum WT
atrial und ventrikulär erhöht, während die PKCε in beiden Kompartimenten weniger
aktiv ist (MENDE et al., 1998, MENDE et al., 1999).
Außerdem beeinflussen sich die G-Protein-Untereinheiten zusätzlich gegenseitig.
MENDE et al. (1999) konnten zeigen, dass der Level an endogenem Gαq-Protein im
Mausmodell zu einem Zeitpunkt, zu dem das HA-Epitop-markierte Konstrukt nicht
mehr nachweisbar ist, weiterhin hochreguliert ist. Atrial waren zusätzlich Gαi und die
lange Form von Gαs im Vergleich zu den WT-Werten erhöht, während die kurze
Form unverändert blieb. Ventrikulär kam es hingegen zu weniger starken
Veränderungen in der
Gα-Protein-Expression. Im Zusammenhang mit einer
erhöhten Gα-Protein-Expression kam es sowohl atrial als auch ventrikulär zu
erhöhten Levels der Gβγ-Untereinheit.
Um zu ergründen, ob die veränderten G-Protein-Werte funktionale Konsequenzen
zeigten,
wurde
die
Adenylatcyklase-Aktivität
10 Wochen alter Gαq-Protein
32
Experimenteller Teil
überexprimierender Mäuse untersucht. Diese war im Vergleich zu den WT nicht
verändert, weder unter baseline Bedingungen, noch nach Stimulation mit dem nicht
hydrolysierbarem GTP-Analogon GTPγS, ß-adrenerger Stimulation mit Isoprenalin
oder direkter Stimulierung durch das Diperten Forskolin (MENDE et al., 1998,
MENDE et al., 1999) .
Desweiteren konnte eine Reexpression fetaler Gene, der β-MHC und des atrialen
natriuretrischen Faktors, im rechten Ventrikel nachgewiesen werden (Mende et al.,
2001). Diese gelten als Marker für eine bestehende Hypertrophie.
Eine solche kardiale Hypertrophie zeigte sich im Mausmodell auf histologischer
Ebene
anhand
vergrößerter
Kardiomyocyten
der
Ventrikel
mit
großen,
hyperchromatischen Kernen und degenerativen Veränderungen.
Desweiteren wurde bei den transgenen Tieren eine diffuse, interstitielle Fibrose im
Alter von 10 Lebenswochen (MENDE et al., 1998, MENDE et al., 2001) sowie im
Alter von 34 Wochen (HIROSE et al., 2010) festgestellt.
2.5 Elektrokardiographie bei der Maus
Das murine Elektrokardiogramm (EKG) wurde im Jahr 1952 von LOMBARD, 1953
von RICHARDS et al. eingehender beschrieben. Schon zu diesem Zeitpunkt wurde
deutlich, dass sich die EKGs von Mäusen und kleineren Tieren deutlich von dem des
Menschen unterscheiden. So zeigen diese Tiere eine bis zu zehnfach höhere
Herzfrequenz, wobei die einzelnen EKG-Intervalle sich jedoch relativ nicht von der
Dauer menschlicher unterscheiden. Eine Ausnahme bildet das PR-Intervall, welches
bei der Maus in Relation länger ist als beim Menschen.
Außerdem ist für das Maus-EKG charakteristisch, dass kein eindeutiges ST-Segment
nachweisbar ist und dass die T-Welle mit der letzten Phase des QRS-Komplexes
verschmilzt (WEHRENS et al., 2000). Aufgrund dessen definierten GUSSAK et al.
(1995) den abrupten Übergang vom QRS-Komplex zum ST-Segment als J-Punkt
und Repolarisationsbeginn und das Ende der T-Welle als Repolarisationsende. Liegt
der J-Punkt nicht auf der isoelektrischen Linie, spricht man vom Entstehen einer J-
33
Experimenteller Teil
Welle. Diese Definition hielt auch Einzug beim Maus-EKG, wo physiologischer weise
kein isoelektrisches ST-Segment vorliegt (GUSSAK et al., 2000). Dies begründet
sich darin, dass bei der Maus die Repolarisation bereits beginnt, während die
Depolarisation in anderen Bereichen des Herzens noch nicht abgeschlossen ist.
Erklären lässt sich dieses Charakteristikum dadurch, dass die Plateauphase des
Aktionspotentials sich bei Mäusen mit zunehmendem Alter verkürzt. Dies beruht auf
einer altersabhängigen Zunahme des 4-AP-sensitiven Kaliumeinwärtsstroms (ITO). In
den Ventrikelzellen erwachsener Mäuse liegt eine hohe Dichte von ITO vor, die direkt
mit der verkürzten Plateauphase und der J-Welle im EKG korreliert (GUSSAK et al.,
2000). In Abbildung 2 ist das abweichende Aussehen eines Maus-EKGs (links) im
Vergleich zum Menschen (rechts) dargestellt.
R
R
R
S>
S>
P
P
<P
<P
baseline
T
<T
<T
P>
P>
<Q
<Q
P
T+
T+
<P
P>
<Q
ST
baseline
Q
Q
S
Q S
Abbildung 2: Darstellung einer typischen Maus-EKG-Kurve im Vergleich zum humanen EKG
(rechts)
<P: Beginn der P-Welle, P: höchster Punkt der P-Welle, P>: Ende der P-Welle, <Q: kennzeichnet die
Höhe der Nulllinie, Q: Punkt vor Anstieg der höchsten Beschleunigungszunahme, R: höchster Punkt
der größten Beschleunigungszunahme oder erste positive Zacke nach Q, S: negative Zacke nach 'R',
S>: erster Peak nach S/ höchster Punkt, <T: erster Schnittpunkt mit der Nulllinie nach S>, T+:
Frühestens zweiter Schnittpunkt der Nulllinie nach S> (Ende der T-Wellen Morphologie), ST: STSegment
Humaner QRS-Komplex entnommen aus Harrisons Innere Medizin, 18.Auflage., modifiziert.
34
Experimenteller Teil
2.6 Echokardiographie bei der Maus
Die Echokardiographie stellt in der Human- wie auch in der Veterinärmedizin wegen
ihrer einfachen, nicht invasiven und schnellen Durchführbarkeit eine wichtige und
kostengünstige Methode zur Diagnostik von Herzerkrankungen dar. Aufgrund der
Weiterentwicklung der Technik der Echokardiographiegeräte ist es heute möglich,
auch bei sehr kleinen Tieren wie der Maus mit sehr schnellen Herzfrequenzen,
echokardiographische
Untersuchungen
mit
akkurater
Beurteilung
der
kardiovaskulären, strukturellen und funktionellen Veränderungen und guter Validität
durchzuführen (COLLINS et al., 2003). Die Möglichkeit, die kardiale Funktion bei
genetisch manipulierten Mäusen zu untersuchen, führt damit zu hervorstechenden
Möglichkeiten für die Entschlüsselung der den Herzerkrankungen zugrundeliegenden
Mechanismen (CHRISTENSEN et al., 1997). Veränderungen des linken und auch
des rechten Ventrikels wie Wanddicken, Kammergrößen, Masse und Funktion
konnten per transthorakaler Echokardiographie bereits in der Vergangenheit
zuverlässig bestimmt werden (TANAKA et al., 1996, ZWIENER, 2006, KIRCHHOF et
al., 2006). Auch der Ermittlung atrialer struktureller und funktioneller Veränderungen
im transgen veränderten Mausmodell wurde zunehmend mehr Bedeutung verliehen,
wobei hier der Schwerpunkt zumeist auf der
Bestimmung des linksatrialen
Diameters während der Diastole liegt (MENDE et al., 2001, STYPMANN et al., 2002,
STRAUCH et al., 2003, BLANA et al., 2010).
Beim Menschen mit VHF wird eine vollständige, transthorakale StandardUntersuchung empfohlen, die die morphologische Untersuchung des gesamten
Herzens und der proximalen Aorta ascendens mittels Time Motion-Modes (M-Mode)
und 2D-Verfahren, sowie Doppleruntersuchungen umfasst. Zusätzlich wird der
Durchmesser des linken Vorhofs oder besser sein Volumen bestimmt. Besonderes
Augenmerk sollte bei der Echokardiographie bei VHF der Detektion bzw. dem
Ausschluss atrialer Thromben gewidmet werden (BUCK et al., 2009).
35
Experimenteller Teil
3 Experimenteller Teil
3.1 Tiere und Tierhaltung
3.1.1 Tierschutz
Die Durchführung der Studie erfolgte streng nach den allgemeinen und lokalen
Richtlinien des Tierschutzes (Guide for the Care and Use of Laboratory Animals
(NIH publication No. 85- 23, revised 1996)).
3.1.2 Genehmigung
Das Versuchsvorhaben wurde von der Bezirksregierung Münster unter der Nummer
MH 64 18.1/06 genehmigt.
3.1.3 Herzspezifisches Gα
αq-Protein überexprimierende Mäuse
Die Generierung der transgenen herzspezifisches Gαq-Protein überexprimierenden
Mäuse wurde in der Transgenic Mouse Facility of Harvard Medical School, Boston,
USA, durchgeführt (MENDE et al., 1998). Herstellung und Genotypisierung der
Mäuse sollen hier nur kurz erläutert werden.
Ein 1.1-kb HindIII-NotI Fragment, in welches die kodierende cDNA Sequenz für die
Hämagglutinin markierte G- Protein αq Untereinheit (HAαqQ209L oder HAαq*)
integriert ist, wurde an das SalI Ende eines pGEM-9Zf Vektors gebunden. Dieser
wurde vorhergehend so modifiziert, dass er das simiane Virus 40 (SV 40) Intron/
Polyadenylationssignal (0,85 kb) und den murinen 5,5 kb α-MHC Promotor enthielt.
Durch Nukleinsäure-Sequenzierung und Restriktionsmapping
wurde die Identität
und Orientierung des Inserts bestätigt. Dann wurde mittels Digestion durch die
Restriktionsenzyme KpnI und NotI ein lineares 7,5 kb großes DNA Fragment mit αMHC Promotor, einer HA Epitop-markierten Mutation von HAαq* und dem SV 40
36
Experimenteller Teil
Intron/Polyadenylationssignal freigesetzt und
in den Vorkern einer befruchteten
Mausoozyte injiziert. Anschließend wurde die Oozyte in den Eileiter einer
scheinschwangeren Maus transferiert.
Die generierten transgenen Mäuse exprimieren eine HA Epitop-markierte Mutation
von HAαq* unter Kontrolle des α-MHC Promotors, was nachweislich zu einer
herzspezifischen Genexpression führt (MILANO et al., 1994, HEIN et al., 1997). Der
α-MHC Promotor ist während der Emryonalentwicklung atrial und ab dem Zeitraum
der Geburt auch ventrikulär aktiv.
Es wurden zwei unabhängige transgene Mauslinien generiert. Im Rahmen dieser
Dissertation wurde der Stamm α*q52 verwendet.
Die Genotypisierung erfolgte per Polymerasekettenreaktion (PCR) aus isolierter DNA
der Schwanzspitze von nachgezüchteten Mäusen.
3.1.4 Tierhaltung
Alle
Tiere
wurden
in
der
Zentralen
tierexperimentellen
Einrichtung
des
Universitätsklinikum Münster nach folgenden Standardbedingungen gehalten:
•
Haltung in Gruppen von bis zu 4 Tieren
in Makrolonkäfigen Typ II
•
auf staubfreiem Weichholzgranulat
•
zusätzlich je 2 Papiertüchern als Nestmaterial, um den Tieren eine
Rückzugsmöglichkeit zu bieten
•
Raumtemperatur 22 +/- 2°C
•
relative Luftfeuchtigkeit bei 55 +/- 5%
•
Belichtung täglich von 07.00 bis 19.00 MEZ
•
pelletiertes, autoklaviertes Haltungsfutter für Ratten/Mäuse der Firma
Altromin GmbH (Lage, Deutschland) (Inhaltsstoffe: Rohprotein 19,0%, Rohfett
4,0%, Rohfaser 6,0%, Rohasche 7,0%, Calcium 0,9% und Phosphor 0,7%;
Zusatzstoffe je kg: Vit. A 15.000 IE, Vit. D3 600 IE, Vit. E 75 mg, Kupfer 5 mg)
ad libitum
•
Leitungswasser aus Tränkeflaschen ad libitum
37
Experimenteller Teil
3.2 Elektrophysiologische Untersuchungen
3.2.1 Oberflächenelektrokardiogramm
Die Erstellung des 6 Kanal Elektrokardiogramms (EKG) erfolgte nichtinvasiv, als
sogenanntes Oberflächen-EKG (KORTE, 2002). Es wurde jeweils ein digitales 6
Kanal EKG (EMKA Technologies ECG Auto user manual) und ein manuelles 6 Kanal
EKG (Siemens Megacart, 1993 Siemens Erlangen) für mindestens 1Minute erstellt.
Abgeleitet wurden die bipolaren Standardableitungen I, II und III nach Einthoven
sowie die unipolaren Standardableitungen aVR, aVL, aVF nach Goldberger.
Vor der Aufzeichnung wurden die Mäuse mit einer Isofluran-Inhalationsnarkose (2%
Isofluran, 98% Sauerstoff) narkotisiert.
Bei einigen Teilversuchen der beschriebenen Arbeit wurden die Mäuse alternativ per
intraperitonealer Injektion von Ketamin und Xylazin (50mg Ketamin und 10mg
Xylazin pro kg Körpergewicht) oder Urethan (2g pro Kg Körpergewicht) anästhesiert.
Zur Aufzeichnung der Oberflächen-EKGs wurden die Mäuse in Rückenlage auf eine
auf 37°C temperierte handelsübliche Wärmeflasche ge legt. Diese befand sich zur
Optimierung der abgeleiteten Signale in einem 50 x 45 cm großen aus gefensterten
Edelstahlplatten
bestehenden
Faraday’schen
Käfig.
Schlaufenelektroden
aus
weichem, geflochtenem, nichtoxidierbarem Stahldraht wurden in Elektrodengel
getaucht und sanft um die Gliedmaßen der Mäuse gezogen. Anschließend wurden
die Gliedmaßen leicht vom Tierkörper abgespreizt.
Die EKG-Schlaufenelektroden waren mit einem herkömmlichen EKG-Schreiber
(Siemens Megacart, 1993 Siemens Erlangen) für die manuelle Aufzeichnung und
gleichzeitig mit einem AC 264 EKG Verstärker (EMKA Technologies, Paris)
verbunden, so dass zusätzlich ein digitales EKG mit IOX-Software auf dem
Computer aufgezeichnet werden konnte.
38
Experimenteller Teil
Das manuelle EKG wurde bei einer Laufgeschwindigkeit von 20mm/s und
Amplitudenhöhe von 100mm/mV auf handelsüblichem EKG-Papier ausgedruckt. Es
wurde ein Tremorfilter 35Hz und ein Schwächungsfilter 100Hz verwendet.
3.2.1.1 Medikamentenapplikation
Im Rahmen der Untersuchungen im Oberflächen- EKG wurde einem Teil der Mäuse
nach der basalen Aufzeichnung der Herzaktione intraperoteneal Isoprenalin
(Sympathomimetikum, 2 mg/kg) injiziert. Es wurde mindestens ein Zeitraum von 2
Minuten nach der Isoprenalin-Injektion aufgezeichnet. Die darauffolgende halbe
Stunde wurden die Tiere klinisch weiter überwacht.
3.2.2 Telemetrisches Elektrokardiogramm
Zur telemetrischen Datenerfassung wurde in dieser Arbeit die drahtlose
Radiotelemetrie, die Übertragung von Messwerten über Funkwellen verwendet.
Die dabei verwendete Methodik und die nachfolgend beschriebene Implantation
eines Radiotransmitters sind im Mausmodell etabliert und validiert (KRAMER et al.,
1993).
3.2.2.1 Aufbau der Anlage
Zunächst wurden die vom schlagenden Mausherzen erzeugten elektrischen
Potentialänderungen von einem, in den Mauskörper implantierten Transmitter
registriert und die empfangenen Signale mit Hilfe von elektrischen Schaltsystemen
innerhalb des Transmitters verstärkt und gefiltert. Anschließend wurden die Signale
in Radiofrequenzsignale konvertiert und über weitere Schaltkreise und Antennen des
Transmitters an einen Receiver (Empfänger) gesandt. Dieser Receiver hatte die
Form einer Platte, die sich unter dem Käfig der Maus befand und die gesamte
Käfiggrundfläche bzw. den gesamten Aktivitätsrahmen der Maus abdeckte. Die
Radiofrequenzsignale wurden von dem Receiver empfangen, die vom Transmitter
verstärkten Signale über ein Kabel an eine sogenannte „Input-Matrix“ weitergeleitet.
39
Experimenteller Teil
Hier wurden die Signale digital gefiltert und an einen Computer weitergegeben. Mit
Hilfe der „IOX“-Software der Firma EMKA Technologies, Paris, Frankreich konnten
die Daten registriert und die Funktion der einzelnen Receiver überwacht werden. Von
hier wurden die Daten weitergeleitet an die sogenannte „Output-Matrix“, dort erneut
analogisiert und anschließend an einen weiteren Computer, der die Daten
aufzeichnet und speichert, weitergegeben.
Die Elektrokardiogramme wurden mit einer Aufzeichnungsrate von 1000 Hz
aufgezeichnet, gespeichert
und zur späteren offline Analyse auf Datenträgern
gespeichert (s. Abb. 3).
Maus mit
Transmitter
Transponder
Monitor
Input- Matrix
Output- Matrix
PC
PC mit Datenträger
Abbildung 3: Schematische Darstellung des Aufbaus der Telemetrieanlage (modifiziert nach
ZWIENER, 2006, LIEBIG, 2008)
Der in dieser Arbeit verwandte, kommerziell erhältliche implantierbare EKG
Transmitter
besteht aus einem versiegelten, biokompatiblen Plastikgehäuse. Der
40
Experimenteller Teil
Transmitter hat ein Volumen von 1,9 ml und wiegt 4 g. Er enthält die Batterie, einen
Signalverstärker und Radiofrequenzelektronik. Am vorderen Ende entlässt der
Transmitter zwei flexible, ca. 10 cm lange, rostfreie Stahldrähte. Diese sind mit
farbigem Silikon zur Isolierung überzogen (rot (-) und weiß (+)) (s. Abb.4). Der
Transmitter kann mit Hilfe eines Magneten aktiviert oder deaktiviert werden. Der
Aktivitätsstatus kann durch Empfang der Amplituden-modulierten Signale mit einem
handelsüblichen Radio überprüft werden. Ist der Transmitter implantiert, ist für jeden
Herzton ein „Piep“-Ton hörbar. So ließ sich auch ohne ein weiteres System die
Herzfrequenz, z.B. intra- und postoperativ, überwachen. Aufgrund der Lokalisation
der Drahtenden des Transmitters innerhalb des Mauskörpers (rechter Arm, linkes
Bein) wurde die Standardableitung II nach Einthoven abgeleitet.
Abbildung 4: Darstellung eines Radiotransmitters vor Implantation
3.2.2.2 Implantation des Transmitters
Die Anästhesie der Maus erfolgte mittels
tiefer Isofluran-Inhalationsnarkose (2%
Isofluran, 98% Sauerstoff). Sobald die Maus die notwendige Narkosetiefe erreicht
hatte (nach Ausfall des Zwischenzehen-Reflexes) wurde die Haut im Bereich des
Bauches,
des
rechten
Armes,
der
rechten
Achselhöhle
und
der
linken
41
Experimenteller Teil
Oberschenkelinnenseite großzügig mittels einer Schermaschine und zusätzlich mit
einer medizinischen Enthaarungscreme vom Haarkleid befreit.
Anschließend wurde die Maus in Rückenlage auf einer steril abgedeckten
Wärmeplatte fixiert. Um Wärmeverluste der Maus unter der Anästhesie zu
vermindern, wurde ihr Schwanz ebenfalls sanft auf der Platte befestigt. Nun wurde
ein handelsübliches Desinfektionsmittel zur Keimreduktion des Operationsfeldes
verwendet.
Nach einem 2 cm langen Hautschnitt im Bereich der Linea alba wurde auch die
darunterliegende Bauchmuskulatur entlang der Mittellinie eröffnet. Der Transmitter
wurde vorsichtig vollständig in die Bauchhöhle auf das Darmkonvolut geschoben. Die
in den Transmitter eingelassenen „Fixierschlaufen“ zeigten in Richtung des
Betrachters, die flexiblen Stahldrähte in Richtung des Schwanzes der Maus. Mit Hilfe
einer Bauchmuskelnaht unter Einbeziehung der Fixierschlaufen konnte das
Verrutschen des Transmitters innerhalb der Bauchhöhle verhindert werden.
Im Bereich des kaudalen Wundwinkels wurde die Bauchmuskulatur beidseits 2 mm
unterhalb des Wundrandes mit einem dünnen Trokar (1,2 mm x 40 mm) von außen
nach innen durchstochen, rechts der rote Draht eingefädelt und nach außen
gezogen, links der weiße Draht. Die Bauchmuskulatur wurde mit Einzelheften aus
nicht resorbierbarem Nahtmaterial vollständig verschlossen. Um spätere Irritationen
zu verhindern, wurden an den freien Enden der Transmitterdrähte aufschraubbare
Silikonhütchen befestigt. Anschließend wurden die Drähte in vorher freipräparierte
subkutane Kanäle eingebracht. Der rechtsseitige Kanal für den roten Draht endet
dabei in Höhe der rechten Achselhöhle der Maus. Per Knopfnaht wurde der Draht im
Bereich an der Bauchmuskulatur fixiert. Der linksssseitige subkutane Kanal führte
bis kurz unterhalb des Rippenbogens. Auch hier wurde der Draht mittels einer
Knopfnaht an der Bauchmuskulatur fixiert. Von jetzt an konnte die Herzfrequenz der
Maus mit Hilfe eines Radios überprüft werden. Die Haut wurde mit fortlaufenden
Kürschnernähten und resorbierbarem Nahtmaterial verschlossen und die Wundnaht
mit einem handelsübliche Sprühpflaster versorgt.
Die Gesamtoperationsdauer (Einleiten der Narkose bis Hautverschluss) betrug etwa
35 Minuten. Die Maus wurde nach der Operation in einen Einzelkäfig verbracht. Zur
42
Experimenteller Teil
Regulation des Flüssigkeitshaushaltes, sowie um einer Obstipation vorzubeugen,
erhielten die Tiere 2 ml Stereofundin® subkutan in 2 bis 4 Dosen innerhalb von 15
Minuten direkt im Anschluss an die
die Operation. Während der postoperativen AufwachAufwach
und Erholungsphase wurden die Mäuse noch 24 h unter Rotlicht gehalten. Über
einen Zeitraum von 4 Tagen post operationem wurde über das Trinkwasser und
eingeweichte Futterpellets ein Analgetikum (Ibuprofen 7 mg pro kg Körpergewicht,
GABRISCH u. ZWART (Hrsg.),1998) verabreicht. Bei Anzeichen für eine Infektion im
Wundbereich wurde zusätzlich über 5 Tage eine antimikrobielle Therapie mit
Enrofloxacin subkutan (5 mg/kg Körpergewicht/Tag) durchgeführt.
Während der
er postoperativen Erholungsphase wurden die Tiere kontinuierlich
telemetrisch überwacht und täglich das Körpergewicht sowie die Wundheilung
kontrolliert.
Abbildung 5:: Postoperatives Röntgenbild nach Transmitterimplantation
3.2.2.3 Medikamenteninjektion
Im Rahmen der telemetrischen Untersuchungen wurde auch die Wirkung von
verschiedenen Medikamenten erhoben. Dazu wurden die Tiere zwecks Adaptation
mindestens 2 Stunden vor Versuchsbeginn auf die Transponderplatten gestellt.
gestellt
Danach wurden sie 15 Minuten unter Telemetrieaufzeichnung in ihren Käfigen
beobachtet. Für die Dauer der intraperitonealen Injektion von 0,5 mg/kg Carbachol
(Parasympathomimetikum) bzw. 2 mg/kg Isoprenalin (Sympathomimetikum) wurden
die Mäuse aus ihren Käfigen
Käfigen genommen und dann unverzüglich wieder
43
Experimenteller Teil
hineingesetzt. Die darauffolgende halbe Stunde wurden die Tiere klinisch sowie via
Radiotelemetrie überwacht. Auffälligkeiten und Aktivitätsmuster wurden binnen
dieses Zeitraumes sorgfältig dokumentiert. Im Anschluss wurde die Aufzeichnung der
Herzaktivität der Mäuse für mindestens 4 weitere Stunden fortgesetzt.
3.2.2.4 Airjetstress
Um bei den Mäusen die Auswirkungen von kontrolliertem „mentalen Stress“
(KNOLLMANN et al. 2003) auf die Elektrophysiologie des Herzens zu untersuchen,
wurde ein sogenanntes Airjet-Belastungs-EKG über 15 Minuten durchgeführt. Dabei
saßen bis zu vier Mäuse parallel in luftdurchlässigen Einzel-Gitterkäfigen (20*37*16
cm). Jeder dieser Käfige wurde auf einem Receiver platziert. Mit Hilfe eines
herkömmlichen Föns wurde anschließend jede Maus für jeweils 15 Sekunden pro
Minute über 15 Minuten einem mäßigen Luftstrom bei Raumtemperatur ausgesetzt.
Nach Ablauf der 15 Minuten wurde die Maus zurück in ihren Käfig gesetzt, dieser auf
einer Transponderplatte platziert und das EKG anschließend während der
Erholungsphase noch eine Stunde aufgezeichnet.
3.2.3 Auswertung der Elektrokardiogramme
Die Auswertung der erhobenen Daten erfolgte durch einen bezüglich des Genotyps
(Wildtyp (WT), transgenes Tier (TG)) geblindeten Untersucher.
Die Oberflächen-EKGs wurden digital unter Zuhilfenahme der Software „ecg Auto
2.1.4.26“ (EMKA Technologies, Paris) ausgewertet. Im ersten Untersuchungsgang
wurden die Aufzeichnungen manuell nach Arrhythmien durchsucht und
die
Herzfrequenzen der einzelnen Tiere über den zu analysierenden Zeitraum hinweg
ermittelt. Es wurden ventrikuläre Extrasystolen, Bigemini, Sinuspausen, AVBlockierungen, supraventrikuläre Extrasystolen sowie im Besonderen atriale
Extrasystolen und atriale Tachykardien einschließlich Vorhofflattern und VHF
aufgenommen und gezählt.
44
Experimenteller Teil
Bei einigen Tieren erfolgte in einem zweiten Untersuchungsgang außerdem die
Auswertung der verschiedenen Summenpotentiale. Hierbei wurde die, je nach
Versuch unterschiedliche durchschnittliche Herzfrequenz der Mäuse ermittelt und
eine passende Frequenz zur Auswertung gewählt, bei welcher transgene Mäuse und
WT verglichen werden konnten. Es erfolgte eine manuelle Auswertung der
verschiedenen Summenpotentiale.
Gemessen wurden PQ-Zeit, P-Wellen-Dauer,
QRS-Dauer und QT-Zeit. Das QT-Intervall wurde in dieser Arbeit ausgehend von Q,
also dem Punkt vor Anstieg der größten Beschleunigungszunahme, bis T+, dem
frühesten zweiten Schnittpunkt der Nulllinie nach S>, gemessen, somit als „QT lang“
(s. Abb. 6).
Die QT-Zeiten wurden nach der Formel von BAZETT frequenzkorrigiert. Die
frequenzkorrigierte QT-Zeit (QTc) berechnet sich aus dem Quotienten der QT-Zeit
und der Wurzel des RR-Abstandes in ms. Eine weitere Frequenzkorrektur wurde mit
Hilfe der von MITCHEL et al. speziell für Mäuse entwickelten Formel QTc =
QT/(WurzelRR/100) vorgenommen (MITCHEL et al., 1998).
45
Experimenteller Teil
R
R
S>
S>
P
P
<P
<P
baseline
<T
<T
P>
P>
<Q
<Q
T+
T+
baseline
Q
Q
S
QRS
P-Dauer
QT kurz
QT lang
Abbildung 6: Darstellung einer typischen Maus-EKG-Kurve und der gemessenen Intervalle
<P: Beginn der P-Welle, P: höchster Punkt der P-Welle, P>: Ende der P-Welle, <Q: kennzeichnet die
Höhe der Nulllinie, Q: Punkt vor Anstieg der höchsten Beschleunigungszunahme, R: höchster Punkt
der größten Beschleunigungszunahme oder erste positive Zacke nach Q, S: negative Zacke nach 'R',
S>: erster Peak nach S/ höchster Punkt, <T: erster Schnittpunkt mit der Nulllinie nach S>, T+:
Frühestens zweiter Schnittpunkt der Nulllinie nach S> (Ende der T-Wellen Morphologie), ST: STSegment, P-Dauer: <P bis >P, QRS: QRS-Komplex, QT kurz: Q bis <T, QT lang: Q bis T+
3.3 Transthorakale Echokardiographie
3.3.1 Durchführung
Für die Ultraschalluntersuchung wurde die Maus zunächst mittels einer gepolsterten
Beatmungsmaske durch Isofluran-Inhalationsnarkose (2% Isofluran, 98% Sauerstoff)
anästhetisiert.
46
Experimenteller Teil
Zur Verbesserung der Bildqualität wurde der Brustkorb, sowie der craniale
Bauchbereich der Mäuse zunächst großzügig rasiert und dann zusätzlich mit einer
medizinischen Enthaarungscreme vom Haarkleid befreit.
Die narkotisierte Maus wurde in Rückenlage auf dem „Vevo Mouse Handling Table“
des dazugehörigen Ultraschallgeräts Vevo 770 bzw. Vevo 2100 positioniert. Dieser
besteht aus einer, über ein Kugelgelenk fixierten Plattform mit integrierter
Wärmeplatte und integrierten EKG-Elektrodenplättchen zur gleichzeitigen Ableitung
eines 1-Kanal-EKGs während der echokardiographischen Untersuchung. Dazu
wurde die Maus sanft mit Hilfe von Leukosilk® an den Gliedmaßen auf den mit
Elektrodencreme benetzten EKG-Elektrodenplättchen fixiert. Über einen rektal
eingeführten Temperaturmessfühler wurde die Temperatur der Wärmeplatte
automatisch in Abhängigkeit von der Körpertemperatur der Maus gegenreguliert. Das
Ultraschallgerät Vevo 770 bzw. Vevo 2100 bestimmte laufend die Herzfrequenz der
Maus. Im seltenen Fall von tiefen Bradykardien (HF< 200/min) wurde die
Untersuchung
abgebrochen
und
tachykardisierende
Maßnahmen
(externe
Erwärmung, Körpermassage, Isoprenalingabe) eingeleitet.
Der Brustkorb wurde nun mit zentrifugiertem und angewärmtem Ultraschallgel (frei
von Lufteinschlüssen) ca. in einer Höhe von einem Zentimeter bedeckt.
Dargestellt
wurden
Ansichten
des
Herzens
in
Anlehnung
der
aus
der
Echokardiographie des Menschen verwendeten Standardeinstellungen (ZWIENER,
2006, KIRCHHOF et al., 2006, LIEBIG, 2008).
47
Experimenteller Teil
Abbildung 7: Versuchsaufbau sowie Lagerung und Fixation der Maus auf einer Wärmeplatte
mit integrierten EKG-Elektrodenplättchen während der echokardiographischen Untersuchung
(links via Rail-System unter Rotlichtbestrahlung, rechts manuell)
Zunächst wurde mit einem RMV (Real Time Micro Visualization) 30 MHz Schallkopf
(Vevo 770) bzw. einem MicroScan 400 Schallkopf (18-38 MHz, Vevo 2100) die
parasternale lange Achsenansicht dargestellt. Hierzu wurde der Handling Table in
einem Winkel von 15° gekippt, so dass die Maus in l inker Seitenlage positioniert war.
Der Schallkopf liegt dabei auf einer Linie zwischen dem linken Rippenbogen und der
rechten Schulter. In der bildlichen Darstellung sollen hierbei die Aortenklappe, die
Mitralklappe und der linke Ventrikel in einer Achse liegen. Innerhalb der Aorta wurde
bei geschlossener Aortenklappe diese als Mittelecho sichtbar. Der linke Ventrikel
schloss sich im Bild waagerecht nach links weisend an. Weiterhin sichtbar waren das
linke Atrium und der rechte Ventrikel.
48
Experimenteller Teil
Abbildung 8: Beispielhafte echokardiographische Darstellung einer Längsachsenansicht eines
WT-Mausherzens (links) und schematische Darstellung einer echokardiographischen
Längsachsenansicht des Herzens (modifiziert nach Köhler u. Tataru, 2001) (rechts)
IVS:
LA:
LV:
LVOT:
LVW:
RV:
Interventrikuläres
Septum
Linkes Atrium
Linker Ventrikel
Linksventrikulärer Ausflusstrakt
Hinterwand des linken Ventrikels
Rechter Venrikel
Kippt man den Schallkopf um ca. 40° zur Leber hinwe isend, kann man die
Trikuspidalklappe
und
die
Pulmonalklappe,
bzw.
den
rechtsventrikulären
Ausflusstrakt (RVOT) visualisieren (ZWIENER, 2006, KIRCHHOF et al., 2006,
LIEBIG, 2008, FABRITZ et al., 2011).
49
Experimenteller Teil
RA
RV
IVS
Ao
LV
LA
1 mm
Abbildung 9: Beispielhafte echokardiographische Darstellung einer Ansicht der Trikuspidalund Pulmonalklappe eines WT-Mausherzens (links) und schematische Darstellung einer
echokardiographischen Ansicht der Trikuspidal- und Pulmonalklappe des Herzens (modifiziert
nach Köhler u. Tataru, 2001)
Ao:
IVS:
LA:
LV:
RA:
RV:
Aorta
Interventrikuläres Septum
Linkes Atrium
Linker Ventrikel
Rechtes Atrium
Rechter Venrikel
Zur Darstellung der parasternalen kurzen Achse wurde der Schallkopf um 90° mit
dem Uhrzeigersinn ausgehend von der parasternalen Längsachsenansicht gedreht.
Die Standardeinstellung wurde hier durch das Erscheinen der Papillarmuskelebene
repräsentiert. Der rechte Ventrikel erschien hierbei dem linken Ventrikel im linken
oberen Bildausschnitt aufliegend.
50
Experimenteller Teil
Abbildung 10: Beispielhafte echokardiographische Darstellung einer Querachsenansicht eines
WT-Mausherzens (links) und schematische Darstellung einer echokardiographischen
Querachsenansicht des Herzens (modifiziert nach Köhler u. Tataru, 2001) (rechts)
IVS:
LV:
LVW:
RV:
Interventrikuläres Septum
Linker Ventrikel
Hinterwand des linken Ventrikel
Rechter Venrikel
Durch erneutes Kippen des Schallkopfes um ca. 30° zur linken Schulter hinweisend,
bei gleichzeitiger Annäherung zur Basis des Ventrikels, wird der rechtsventrikuläre
Ausflusstrakt sichtbar (ZWIENER, 2006, KIRCHHOF et al., 2006, LIEBIG, 2008,
FABRITZ et al., 2011, s. Abb.11)
51
Experimenteller Teil
RVOT
LV
1 mm
Abbildung11: Beispielhafte echokardiographische Darstellung eines rechtsventrikulären
Ausflusstraktes eines WT-Mausherzens (links) und schematische Darstellung einer
echokardiographischen Ansicht eines rechtsventrikulären Ausflusstraktes (von der
parasternalen kurzen Achse ausgehend) des Herzens (modifiziert nach KÖHLER u. TATARU
2001) (rechts)
LV:
Linker Ventrikel
RVOT: Rechtventrikulärer Ausflusstrakt
Nach erneutem Aufsuchen der Standardeinstellung der parasternalen kurzen Achse
in der Papillarmuskelebene, wurde der Schallkopf geringgradig nach kaudal gekippt
und es stellte sich das Herz im kurzen parasternalen Fenster in Aortenhöhe dar. Die
Standardeinstellung wurde dabei durch den zentral liegenden Aortenquerschnitt,
sowie die davon ausgehend auf neun Uhr liegende Trikuspidalklappe und auf 15 Uhr
liegende Pulmonalklappe charakterisiert.
Zur anschließenden Darstellung eines 4-Kammerblicks wurde der Handling Table in
die waagerechte Position verbracht und der Schallkopf vom kaudalen Sternum zur
linken Achselhöhle weisend, sanft in das Gelkissen eintaucht, ohne Druck
auszuüben.
52
Experimenteller Teil
RV
LV
RA
LA
1 mm
Abbildung 12: Beispielhafte echokardiographische Darstellung einer Vierkammeransicht eines
WT-Mausherzens (links) und schematische Darstellung einer echokardiographischen
Vierkammeransicht des Herzens (modifiziert nach Köhler u. Tataru, 2001) (rechts)
LA:
LV:
RA:
RV:
Linkes Atrium
Linker Ventrikel
Rechtes Atrium
Rechter Venrikel
Es wurden M-Modes in der parasternalen Längsachsenansicht dicht unterhalb der
Mitralklappe mit Darstellung der rechten Ventrikelwand und des rechten Ventrikels,
des interventrikulären Septums, des linken Ventrikels und der linken Ventrikelwand
angefertigt (ZWIENER, 2006, KIRCHHOF et al., 2006 FABRITZ et al., 2011). Auch
wurden M-Modes durch die Längsachsenansicht der Aorta in Höhe der
Aortenklappen und durch das angrenzende linke Atrium angefertigt.
Des Weiteren wurden M-Modes im Querschnitt angefertigt (ZWIENER, 2006), wobei
der Schallstrahl zwischen die Papillarmuskeln gelegt wurde, um eine nahezu
identische Einstellung der Strukturen zu bekommen. Im basalen Querschnitt wurden
Time Motion-Modes in Höhe der Aorta und des distal anschließenden linken Vorhofs
angefertigt.
Mittels PW-Doppler (pulsed wave) wurde zusätzlich der Blutstrom im Bereich der
Aorten- Mitral- und der Trikuspidalklappe dargestellt. Hierbei werden gepulste
53
Experimenteller Teil
Ultraschallwellen
ausgesandt
und
empfangen
und
die
typischen
Dopplerfrequenzspektren entstehen. Aufgrund der Frequenzspektren kann der
gedoppelte Gefäßbereich definiert und die Flussgeschwindigkeiten gemessen
werden (POULSEN NAUTRUP u. TOBIAS, 2007).
Für die dopplerechokardiographischen Messungen der Mitralklappe wurde der
Schallkopf dabei so ausgerichtet, dass die Vierkammeransicht des Herzens
dargestellt wird. Der Strahl wurde durch Neigen des Schallkopfes durch die
Mitralklappe
gelegt.
Die
doplerechokardiographischen
Untersuchungen
der
Aortenklappe erfolgte ausgehend von der Querachsenschnittebene nach Kippen des
Schallkopfes zunächst um ca. 15° Richtung Leber und darauf folgend wiederum um
ca. 15° Richtung linker Schulter. Somit wurde der A ortenbogen dargestellt und der
Strahl konnte durch die absteigende Aorta gelegt werden. Hierbei entstanden Bilder,
die denen des Menschen oder des Hundes ähneln. Zur Darstellung des
Trikuspidalflusses wurde der Schallkopf so gestellt, dass der Strahl in seiner
Verlängerung auf die rechte Schulter der Maus treffen würde (Annäherung an den
apikalen Vierkammerblick).
Die Bilddaten wurden digital auf der Festplatte des im Echokardiographiegerät
integrierten
PCs
zur
offline
Analyse
gespeichert.
Hiermit
wurde
die
Untersuchungszeit auf 25 bis 30 Minuten minimiert.
Nach der Untersuchung wurde die Isofluraninhalationsnarkose herunter geregelt und
die Fixation der Maus vorsichtig gelöst. Das Ultraschallgel wurde sorgfältig von der
Maus entfernt und unter Beobachtung wurde durch eine Rotlichtquelle der Maus im
Käfig über 2 Stunden noch Wärme zugeführt.
3.3.2 Auswertung
Die Auswertung der echokardiographisch erhobenen Daten erfolgte mit Hilfe des in
das Ultraschallgerät Vevo 770 bzw. Vevo 2100 integrierten Messsystems offline. Alle
Messungen erfolgten dabei durch einen bezüglich des Genotyps (transgen- nicht
transgen) geblindeten Untersucher. Nicht optimal messbare Variablen oder
54
Experimenteller Teil
Darstellungen, die nicht den Standardschnitten entsprachen, wurden nicht in der
Auswertung berücksichtigt.
Gemessen wurde anhand der „Leading-Edge-Methode“, die besagt, dass der Beginn
der Messung jeweils von der Vorderkante der betroffenen Echolinie erfolgt und somit
bei quantitativen Distanzmessungen den Leitlinien der „Amerikanischen Gesellschaft
für Echokardiographie“ entspricht.
Es wurden 12 Parameter zur Linksherzbestimmung und 9 Parameter zur
Rechtsherzbestimmung in den 2 dimensionalen Standardeinstellungen gemessen
(Rechtsherzbestimmung nach FOALE et al., 1986, ZWIENER, 2006, KIRCHHOF et
al., 2006, FABRITZ et al., 2011).
Diese waren in der parasternalen langen Achse der präsystolisch sowie
prädiastolisch gemessene linksatriale Durchmesser (La d/LA s) sowie die
präsystolische und prädiastolische zweidimensionale Fläche des linken Vorhofes (LA
lav d/ LA lav s) zum Zeitpunkt der größten und zum Zeitpunkt der geringsten atrialen
Ausdehnung. Desweiteren der präsystolische linksventrikuläre Ausflusstrakt (LVOT)
und der Aortenwurzeldurchmesser (AoV). Es wurden Mittelwerte von jeweils 3
Messungen jeden Parameters ermittelt.
Darauffolgend wurden im M-Mode die Wanddicken des interventrikulären Septums
(IVSd /IVSs) und der linksventrikulären Kammerwand (LVWd / LVWs), sowie der
linksventrikuläre Ventrikeldurchmesser in der Diastole und in der Systole (LVEDd /
LVEDs) gemessen.
Für jeden Parameter wurden 2 Messungen im M-Mode des Längsschnittes und 3
Messungen im M-Mode des Querschnittes verwendet. Aus diesen 5 Einzelwerten
wurde dann jeweils der Mittelwert bestimmt.
Zur Vermessung des linken Atriums wurden im M-Mode erneut die linksatrialen
Durchmesser ermittelt.
55
Experimenteller Teil
Abbildung 13: Gemessene Rechtherzparameter modifiziert nach Foale 1986
Trikus: präsystolischer Durchmesser der Trikuspidalklappe, RVDd: diastolischer rechtsventrikulärer
Diameter in der Längsachsenansicht RVLAX: Länge des rechten Ventrikels in der Diastole, RVSAX:
Breite des rechten Ventrikels in der Diastole, RVIT3: Durchmesser des Einflusstraktes des rechten
Ventrikels in der Diastole, RVOT1/ RVOT3: präsystolischer Durchmesser des rechtsventrikulären
Ausflusstraktes bei gleichzeitiger Darstellung der Trikuspidalklappe/ vom Querschnitt ausgehend,
RVd lav/ RVd sav: diastolische Fläche des rechten Ventrikels gemessen im Längsachsenansicht/
Querachsenansicht
56
Experimenteller Teil
Zur Rechtsherzvermessung wurde im apikalen Vierkammerblick in der Diastole die
rechtsventrikuläre Länge (RVLAX) von dem Mittelpunkt des Anulus fibrosus dexter
bis zum rechtsventrikulären Apex und der rechtsventrikuläre Einflusstrakt (RVIT3) im
ersten Drittel des rechten Ventrikels hinter dem Trikuspidalklappenring gemessen.
Die maximale Ausdehnung im mittleren Drittel des rechten Ventrikel, der als Körper
definiert wird, wird parallel zum Einflusstrakt als RVSAX gemessen.
In der diastolischen Längsachsenansicht wurde der rechtsventrikuläre Diameter
(RVDd) senkrecht zur Aortenwurzel von der rechtsventrikulären freien Wand zur
vorderen Begrenzung der vorderen Aortenwand und die rechtsventrikuläre Fläche
(RVd lav) gemessen.
In der gekippten Längsachsenansicht bei gleichzeitiger Darstellung der Trikuspidalund Pulmonalklappe, wurden präsystolisch die Trikuspidalklappe (Trikus) und der
rechtsventrikuläre Ausflusstrakt (RVOT1) vermessen.
In der parasternalen Kurzachsenansicht wurde diastolisch die rechtsventrikuläre
Fläche (RVd sav) bestimmt. In der rechtsventrikulären Ausflusstrakteinstellung, von
der
Querachsenansicht
ausgehend,
wird
präsystolisch
kurz
vor
dem
Pulmonalklappenring, der rechtsventrikuläre Ausflusstrakt (RVOT4) gemessen
(ZWIENER, 2006, KIRCHHOF et al., 2006, FABRITZ et al., 2011).
Weitere 7 Linksherz- und 5 Rechtsherz-Parameter wurden im PW-Doppler
gemessen.
Diese
waren
im
Aortendoppler
als
Punkt
des
frühsystolischen
Geschwindigkeitsmaximums die maximale Flussgeschwindigkeit (AoVmax), die
Kontur des Aortenflusses, als Geschwindigkeits-Zeit-Integral (VTI = velocity time
integral),
sowie
zur
automatischen
Errechnung
des
maximalen
und
durchschnittlichen Aortenflussdruckes (Ao max PG / Ao MPG) und außerdem der
Abstand zwischen 2 Aortenausschlägen (Ao R-R).
Im Rahmen der dopplerechokardiographischen Untersuchungen der Mitralklappe
wurde zum Zeitpunkt der frühen Diastole die maximale Flussgeschwindigkeit (MV
Vmax oder MV E Punkt) direkt nach der Mitralklappenöffnung
gemessen.
Desweiteren wurde von diesem Zeitpunkt der höchsten Flussgeschwindigkeit bis
zum Ende des ersten Einstromes die Dezelerationszeit (MV Decel-Zeit) in ms
57
Experimenteller Teil
gemessen. Enddiastolisch wurde der Punkt der höchsten Flussgeschwindigkeit zum
Zeitpunkt der Vorhofkontraktion (MV A Punkt), der zweite Einstrom, ermittelt.
Zusätzlich wurde wiederum die Kontur des Mitralflusses
zur automatischen
Errechnung des maximalen und durchschnittlichen Mitralflussdruckes (MV max PG /
MV MPG) bestimmt.
Bei den dopplerechographischen Messungen der Trikuspidalklappe wurde ebenso
der Punkt höchsten Flussgeschwindigkeit (TV max) gemessen, im Gegensatz zu den
dopplerechokardiographischen Untersuchungen der Mitralklappe lag dieser meistens
zum Zeitpunkt der Vorhofkontraktion vor, also bei dem zweiten Einstrom. Zusätzlich
wurde der höchste Punkt der A-Welle (TV A Punkt) bestimmt. Weiter wurde, ebenso
wie bereits bei den dopplerechokardiographischen Untersuchungen der Aorten- und
Mitralklappe, die Kontur des Flusses umfahren, um den maximalen und
durchschnittlichen Trikuspidalflussdruck (TV max PG / TV MPG) automatisch zu
errechnen.
Auch im Bezug auf die Pulmonalklappe wurden die entsprechenden Werte
dopplerechokardiographisch bestimmt (PV Vmax, VTI, PV max PG, PV MPG).
Es wurden für jeden Parameter 3 Einzelwerte ermittelt und aus diesen der Mittelwert
errechnet.
58
Experimenteller Teil
Tabelle 2: Errechnete Werte aus echokardiographischen Daten
Parameter
Herzfrequenz
Linksventrikuläre
Verkürzungsfraktion
Herzzeitvolumen
Abk.
Formel
HF
1000/AoRR* 60
FS
HZV
Schlagvolumen (Aorta)
SV (Ao)
Schlagvolumen (LVOT)
SV (LVOT)
Linksventrikuläre
Ejektionszeit
Verhältnis von E Punkt zum A
Punkt
Masse des linken Ventrikels
LVET
MV E/A
LV Masse
((LVEDdLVEDs)/LVEDd)* 100
Schlagvolumen*Herzfre
quenz
(AoV/2)2 * π * VTI/ 100
(LVOT/2)2 * π * VTI/
100
Zeit in ms des
Aortendopplersignals
Einheit
Schläge/
min
%
ml/min
ml
ml
ms
MV E Punkt (max)/ MV
A Punkt (max)
((IVSd+LVEDd+LVWd)³LVEDd³)* 1,055
mg
Verhältnis von der
linksventrikulären Masse
LV/BW ratio
LV Masse/ KG
Zirkuläre Faserverkürzung
Vcf
10* FS/ LVET
Circ/ s
nach HF korrigiert
Vcfc
Vcf/ Wurzel (RR×100)
Circ/ s
HZV/ KG
g
zum Körpergewicht
Verhältnis vom HZV zum
Körpergewicht
Rechtsventrikuläres
diastolisches Volumen nach
Wübbeling
Cardiac
index
RVDV nach
(4/15+1/6)*RVd sav*
Wübbeling
RVLAX
ml
59
Experimenteller Teil
Enddiastolisches Volumen des
linken Ventrikels nach
Teichholz
(7/(2,4+LVEDd))*
EDV
Endsystolisches Volumen des
linken Ventrikels nach
Teichholz
LVEDd ³
(7/(2,4+ LVEDs))*
ESV
Ejektionsfraktion des linken
EF nach
Ventrikels nach Teichholz
Teichholz
LVEDs³
(EDV-ESV)/ EDV* 100
mm²
mm²
%
3.4 Gravimetrie
3.4.1 Herzexplantation
Nachdem das Körpergewicht der Maus ermittelt wurde, erfolgte die letale Narkose
mit Urethan (2g pro Kg Körpergewicht) zuzüglich 250 IE Natrium-Heparin
(Liquemin®), 1:1 verdünnt mit 0,9%iger Natriumchloridlösung, intraperitoneal injiziert.
Das Ausreichen der Narkosetiefe wurde vor der Herzexplantation durch eine
Schmerzstimulation im Zwischenzehenbereich überprüft. Bei noch vorhandenem
Schmerzreiz wurde die Anästhesie durch weitere fraktionierte Urethangabe vertieft,
bis Schmerzfreiheit bestand.
Im Anschluss wurde die Maus in Rückenlage auf einer Styroporplatte mittels vier
Kanülen (27 Gauge, 0,4mm Durchmesser) fixiert und unterhalb des Processus
xiphoideus mit einer scharfen Schere ein kurzer medianer Längsschnitt gesetzt.
Dieser wurde beidseits entlang des Zwerchfells nach lateral fortgesetzt. Das
Zwerchfell wurde von der ventralen Thoraxwand gelöst und die Rippen beidseits in
der Medioaxillarlinie nach kranial hin durchtrennt. Nun ließ sich die Thoraxwand
gesamt entfernen und gab den Blick auf Herz und Lunge frei. Diese wurden mit den
restlichen Mediastinalstrukturen aus dem Situs entnommen, wobei die versorgenden
Gefäße, Nerven und sonstigen Strukturen ober- und unterhalb des Herzens
durchtrennt wurden.
60
Experimenteller Teil
3.4.2 Herzpräparation
Lunge und mediastinale Strukturen wurden mit einer feinen, spitzen Schere vom
Herzen abgetrennt. Die vier Herzkammern wurden einzeln freipräpariert und mit
einer Präzisionswaage gewogen.
3.5 Versuchsablauf und Tierversuchsgruppen
Alle elektrokardiographischen und echokardiographischen Untersuchungen wurden
möglichst paarweise mit je einem nichttransgenen und einem transgenen
Geschwistertier gleichen Geschlechts durchgeführt. Die Versuche erfolgten dabei
zeitlich parallel (Telemetrie) oder gruppenweise zeitlich direkt nacheinander
(Oberflächen-EKG, Echokardiographie). Bei der Versuchsplanung wurden die
Abstände zwischen den Versuchen am einzelnen Individuum so gewählt, dass
genügend Abstand zur vollständigen Erholung des Tieres gegeben war und sich die
Versuche in ihren Ergebnissen nicht gegenseitig beeinflussen konnten. Bei den
Mäusen, die einer Transmitterimplantation zur telemetrischen Untersuchung
unterzogen wurden, wurde eine Rekonvaleszenzphase von 10 bis 14 Tagen vor den
ersten Versuchen eingeräumt. Alle Tiere hatten zu diesem Zeitraum mindestens
wieder dasselbe Körpergewicht wie vor der Operation erreicht und zeigten keine
gesundheitlichen und verhaltensspezifischen Auffälligkeiten.
Nach Anlieferung
wurden die Tiere zu identischen räumlichen Bedingungen bei
einer Raumtemperatur von 22+/- 2°C und relativer Lu ftfeuchtigkeit von 55 +/- 5%
gehalten. Die Tiere, bei denen telemetrische Untersuchungen durchgeführt wurden,
lebten in Einzelhaltung, alle anderen in Kleingruppen. Auch die nachfolgenden
echokardiographischen Untersuchungen sowie das Schreiben der Oberflächen
EKGs erfolgte unter den zuvor genannten räumlichen Gegebenheiten, zum großen
Teil im gleichen Raum, in dem die Tiere gehalten wurden.
61
Experimenteller Teil
Es wurden elektrokardiographische und echokardiographische Untersuchungen an
Mäusen verschiedener Altersgruppen durchgeführt. Die jüngsten Mäuse waren mit 4
Wochen sehr junge adulte Tiere, die ältesten mit 59 Wochen, was die transgenen
Mäuse betrifft, bereits sehr alte Individuen.
Im Oberflächen-EKG wurden insgesamt 122 transgene und 101 nichttransgene
Mäuse untersucht; der Großteil davon unter Isoflurannarkose: 79 transgenen und 64
nichttransgene Tiere, außerdem unter Urethananästhesie: 25 transgene und 18
nichttransgene und unter einer Ketamin- und Xylazinanästhesie:
18 transgene und 19 nichttransgene Mäuse. Bei einer Untergruppe von 20
transgenen und 14 nichttransgenen Tieren wurde unter Isoflurannarkose zusätzlich
der ß-Adrenorezeptoragonist Isoprenalin intraperitoneal injiziert.
Telemetrische Untersuchungen erfolgten in zwei Protokollabschnitten. Es wurde
zunächst eine Gruppe von 14 transgenen und 6 nichttransgenen Mäusen im Alter
von 8 bis 10 Wochen untersucht. Im Alter von 6 Wochen wurde bei diesen Tieren ein
Oberflächen-EKG vor der Transmitterimplatation geschrieben. Im Alter von 8
Wochen wurden die ersten Versuche durchgeführt und ausgewertet.
In der zweiten Versuchsgruppe befanden sich 6 transgene und 5 nichttransgene
Tiere, die über einen Zeitraum von 4 Monaten im Alter von ca. 13 bis 30
Lebenswochen untersucht wurden. Auch von diesen Tieren wurde im Rahmen der
Transmitterimplantation ein Oberflächen-EKG geschrieben.
Echokardiographisch wurden 15 transgene und 13 nichttransgene Mäuse im Alter
von bis zu 8 Wochen untersucht und 13 transgene und 12 nichttransgene im Alter
von 12 bis über 15 Lebenswochen.
62
Experimenteller Teil
Abschließend
eine
Übersicht
über
die
Anzahl
der
in
der
jeweiligen
Untersuchungsmethode ausgewerteten Tiere:
Tabelle 3: Anzahl der Mäuse in den einzelnen Versuchsgruppen
WT
Gαq TG
Isofluran
55
79
Urethan
18
25
Ket/ Xyl
19
18
8 Wo
6
14
12-30 Wo
5
6
Echokardiographie < 12Wo
15
17
> 12 Wo
12
13
Oberflächen-EKG
Telemetrie
3.6 Statistik
Die Analyse erfolgte stets durch einen bezüglich des Genotyps geblindeten
Untersucher.
Alle Ergebnisse, die aus den elektrokardiographischen und
echokardiographischen Untersuchungen resultierten, wurden zunächst anhand des
post-hoc Student`s T test (Microsoft Exel 2000) für ungepaarte Stichproben sowie
zum Teil für gepaarte Stichproben verglichen. Weiterführend kamen in Abhängigkeit
von der Datenskalierung unterschiedliche analytische Tests zur Anwendung, die mit
Hilfe des Computerprogramms SPSS Statistics der Firma IBM in der Version PASW
Statistics 18 durchgeführt wurden. Die Signifikanzprüfung unabhängiger Stichproben
wurde anhand des Mann-Whitney-U-Tests erhoben. Kumulative Überlebensraten
und die mittlere Überlebenszeit wurden nach Kaplan-Meier dargestellt und mit dem
Log-Rank-Test auf Signifikanz überprüft (111, 112). Als signifikant wurden
63
Experimenteller Teil
Unterschiede anerkannt, die einen zweiseitigen alpha-Fehler mit p-Wert < 0,05
aufwiesen (p< 0,05). Um Arrhythmien zwischen den Genotypen zu vergleichen,
wurden der Fisher´s exact Test und der Chi square Test benutzt. Alle Werte wurden
als
Mittelwert
+/-
Standardfehler
(SEM)
angegeben.
64
Ergebnisse
4 Ergebnisse
4.1 Oberflächenelektrokardiogramm
4.1.1 Baseline
Im Oberflächenelektrokardiogramm zeigten die Gαq-Protein überexprimierenden
Mäuse, nicht aber die WT-Mäuse, VHF (s. Abb. 14). Dieses wurde definiert als
unregelmäßig irregulärer Rhythmus ohne das Auftreten von P-Wellen. VHF trat unter
Isofluran-Inhalationsnarkose,
sowie
während
der
Versuche
mit
alternativen
Anästhetika (Ketamin/Xylazin; Urethan) gleichermaßen auf (SPSS, logistische
Regression p=0,16).
65
Ergebnisse
*
*
*
*
*
*
WT
100ms
Gαq TG
Abbildung 14: Darstellung eines repräsentativen Oberflächen-EKGs einer WT-Maus (oben) und
einer Gα
αq-Protein überexprimierenden Maus mit VHF und eines WT im Alter von 11 Wochen
unter Isoflurananästhesie
Oben ist ein Ausschnitt eines typischen 6-Kanal-EKGs eines WT und unten einer Gαq-Protein
überexprimierenden Maus dargestellt. Es wurde ein wenig verrauschter Bereich des EKGs gewählt
und zugunsten der Bildqualität auf die Darstellung aller Kanäle verzichtet. Die transgene Maus zeigt
eine Episode von VHF; das EKG der WT-Maus einen regelmäßigen SR. Sternchen (*) kennzeichnen
die P-Wellen.
66
Ergebnisse
*
*
*
*
*
*
*
*
*
* ** * * ** * * * *** * ** * * * * * * * * * * * * * *
*
*
*
*
*
*
100 ms
Abbildung 15: Darstellung eines repräsentativen Oberflächen-EKGs einer Gα
αq-Protein
überexprimierenden Maus und eines WT im Alter von 23 Wochen unter Isoflurananästhesie
Oben ist ein Ausschnitt eines typischen Oberflächen-EKGs eines Wildtypen und unten einer GαqProtein überexprimierenden Maus dargestellt. Die transgene Maus zeigt eine atriale Tachykardie, die
in den SR wechselt; das EKG der WT-Maus durchweg einen regelmäßigen SR. Sternchen (*)
kennzeichnen die P-Wellen.
28
von
79
transgenen
Mäusen
zeigten
im
Oberflächen-EKG
unter
Isoflurananästhesie VHF im Gegensatz zu 0 von 55 WT (Fisher´s exact Test p<0,05,
s. Abb.16).
67
Ergebnisse
0/55
28/79
WT
GαqTG
*
■ VHF
Abbildung 16: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gα
αq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT im Oberflächen-EKG unter Isoflurananästhesie
Es ist graphisch die Häufigkeit von VHF im Oberflächen-EKG unter Isoflurananästhesie bei GαqProtein überexprimierenden Mäusen (rechts) und WT-Mäusen (links) dargestellt. Es wurden bei den
WT 55 und bei den trangenen Tieren 79 EKGs von Mäusen aller Altersstufen auf das Auftreten von
VHF untersucht. Die schwarze Fläche kennzeichnet den Anteil der Mäuse, die Perioden von VHF
zeigten. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede gegenüber den Wildtypen (Fisher´s
exact Test p<0,05).
Das früheste dokumentierte Auftreten von VHF zeigte sich bei 3 von 5 untersuchten,
4 Wochen alten transgenen Mäusen unter Isoflurannarkose. Kein Wildtyp zeigte in
diesem Alter VHF. Bei 7 Wochen alten Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen trat
VHF unter Isoflurananästhesie regelmäßig auf, bei 5 von 7 Tieren im Gegensatz zu 0
von 7 WT (Fisher´s exact Test p<0.05).
Die Wahrscheinlichkeit, dass eine transgene Maus unter Anästhesie VHF entwickelt,
nimmt mit steigendem Alter zu und zwar pro Lebenswoche um den Faktor 1,103
(SPSS, logistische Regression p<0,05).
Stellt man das Auftreten von paroxysmalem VHF bei den transgenen Mäusen in den
unterschiedlichen Altersgruppen und zwar zum einen bei Mäusen im jungen
Erwachsenenalter < 12 Wochen und zum anderen bei adulten Mäusen im Alter von
>12 Lebenswochen dar, so ergibt sich folgende Verteilung:
68
Ergebnisse
WT
WT
Gαq TG
I¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯
*¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ I
28
55
<12 Wochen
51
>12 Wochen
<12 Wochen
>12 Wochen
18
10
28
34
27
17
*
I_____________________ ____________________I
■ VHF
*
I_____________________ ____________________I
Abbildung 17: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gα
αq-Protein
überexprimierenden Mäusen und Wildtypen im Oberflächen-EKG unter Isoflurananästhesie
Es ist graphisch die Häufigkeit des Auftretens von VHF im Oberflächen-EKG bei Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen (rechts) und WT-Mäusen (links) dargestellt. Insgesamt wurden 55 WT
und 79 transgene Tiere baseline untersucht. Die schwarze Fläche kennzeichnet den Anteil der Mäuse,
die Perioden von VHF zeigten. Sternchen(*) kennzeichnen signifikante Unterschiede unter den
jeweiligen Gruppen (Fisher´s exact Test p<0,05).
Die
Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse zeigen in beiden Altersstufen
signifikant mehr VHF als ihre WT-Geschwistertiere gleichen Alters. Bei alleiniger
Betrachtung der Altersgruppen gibt es keinen signifikanten Unterschied in Bezug auf
das Auftreten von VHF. Dies ergibt sich erst nach genauerer statistischer Analyse
der Zeitpunkte, zu welchen VHF bei jeder einzelnen Maus erstmals auftritt.
Neben dem altersspezifischen tritt außerdem ein geschlechtsspezifischer Effekt bei
den transgenen Mäusen auf: Unter Isoflurananästhesie zeigten um den Faktor 0,134
weniger weibliche Tiere VHF als männliche Tiere (SPSS, logistische Regression,
p<0,05). Bei den weiblichen Mäusen steigt die Wahrscheinlichkeit, VHF zu
entwickeln pro Lebenswoche um den Faktor 1,36, bei den männlichen Mäusen um
69
Ergebnisse
den Faktor 3,06 und somit signifikant höher an (SPSS, logistische Regression
p<0,05).
Die Ermittlung der Herzfrequenzen erfolgte immer im SR, Perioden von VHF oder
anderen auftretenden Arrhythmien wurden nicht berücksichtigt. Die Unterschiede bei
Ermittlung der Herzfrequenzen zwischen Gαq-Protein überexprimierende Mäusen
und Wildtypen der Baseline-EKGs unter Isoflurannarkose, die eine Auswertphase
von 2 Minuten umfasst, stellten sich wie folgt dar:
Die minimalen Herzfrequenzen WT-Tiere waren in allen drei Altersstufen höher als
bei den der transgenen Geschwistertieren (minimale HF < 12 Wochen: 438±28
gegenüber 351±25; > 12 Wochen: 455±15 gegenüber 352±26; 55 Wochen: 373±51
gegenüber 223±14 Schlägen pro Minute, jeweils WT zuerst genannt, post-hoc
Student`s T test p<0,05, s. Abb.18).
70
Ergebnisse
Herzfrequenz (Schläge/min)
Minimale Herzfrequenzen
600
*
*
*
500
400
300
200
100
15
19
19
6
5
WT
GαqTG
0
<12 Wochen
>12 Wochen
55 Wochen
Abbildung 18: Minimale Herzfrequenzen verschiedener Altersstufen im Vergleich zwischen
Gα
αq-Protein überexprimierenden Mäusen und WT unter Isoflurananästhesie
Es werden die durchschnittlichen minimalen Herzfrequenzen der WT (weißer Balken) gegenüber
überexprimierenden
Mäuse
(schwarzer
Balken)
während
denen
der
Gαq-Protein
Inhalationsanästhesie mit Isofluran dargestellt. Die n-Zahlen der jeweiligen Versuche sind innerhalb
der Balken vermerkt. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede gegenüber den WT (posthoc Student`s T test p<0,05).
Die mittleren Herzfrequenzen unterschieden sich im Alter von < 12 Wochen noch
nicht voneinander. Ab einem Alter von 12 Wochen zeigten sich die mittleren
Herzfrequenzen der WT höher als die der Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse
(mittlere HF mit 5 Wochen: 493±21 gegenüber 455±13; > 12 Wochen: 511±13
gegenüber 463±15; 55 Wochen: 502±29 gegenüber 371±21 Schlägen pro Minute,
11
jeweils WT zuerst genannt, p<0,05, s. Abb.19).
71
Ergebnisse
Herzfrequenz (Schläge/min)
Mittlere Herzfrequenzen
600
500
*
*
400
*
*
300
200
11
100
15
19
19
6
5
WT
GαqTG
0
<12 Wochen
>12 Wochen
55 Wochen
Abbildung 19: Mittlere Herzfrequenzen verschiedener Altersstufen im Vergleich zwischen Gα
αqProtein überexprimierenden Mäusen und WT unter Isoflurananästhesie
Es werden die durchschnittlichen mittleren Herzfrequenzen der WT (weißer Balken) gegenüber denen
der Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse (schwarzer Balken) während Inhalationsanästhesie mit
Isofluran in den Altersgruppen < 12 Wochen, 12-15 Wochen und > 15 Wochen dargestellt. Die nZahlen der jeweiligen Versuche sind innerhalb der Balken vermerkt. Sternchen (*) kennzeichnen
signifikante Unterschiede gegenüber den WT (post-hoc Student`s T test p<0,05).
Die maximal erreichten Herzfrequenzen während des Baseline-EKGs unterschieden
sich
im
Alter
von
unter
12
Wochen
zwischen
WT
und
Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen, deren maximale Herzfrequenzen höher waren (564±12
WT gegenüber 688±38 Schlägen pro Minute bei den transgenen Tieren, p<0,05).
Zur Bestimmung der Summenpotentiale wurden jeweils Aufzeichnungszeiträume mit
möglichst identischer Herzfrequenz gewählt, um vergleichbare Ergebnisse zu
erlangen. Dies ließ sich bei den 55 Wochen alten Mäusen jedoch nicht realisieren, da
sich hier die Herzfrequenzen der Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse zu jedem
Zeitpunkt der Aufzeichnung deutlich von denen der WT-Mäuse unterschieden.
Die Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse zeigten im Alter von < 12 Wochen
bereits eine Verlängerung der PQ-Zeit, die den Zeitraum vom Beginn der P-Welle bis
zum Punkt vorm Anstieg der größten Beschleunigungszunahme, also Q, beschreibt.
72
Ergebnisse
Auch die Dauer der P-Welle war bereits in diesem Alter verlängert.
Im Alter von 12-15 Wochen war zusätzlich die QT-Zeit, also der Zeitraum ausgehend
von Q bis hin zu T+, das den frühesten zweiten Schnittpunkt der Nulllinie nach S>
markiert (s.Tab.3), bei den transgenen Mäusen länger als bei den Wildtypen.
Mit 55 Wochen zeigten sich PQ-Intervall und QT-Zeit verlängert gegenüber den WT,
die Dauer der P-Welle unterschied sich nicht von der der WT (s.Tab.4 und Abb.20).
Tabelle 4: Oberflächen-EKG-Ergebnisse ausgewählter Parameter
überexprimierenden Mäusen und WT unter Isoflurananästhesie
von
Gα
αq-Protein-
Die Werte sind angegeben als Mittelwert ± Standardfehler. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante
Unterschiede gegenüber den WT, Rauten (#) gegenüber den entsprechenden Werten gemessen im
Alter von < 12 Wochen und Diesis (‡) gegenüber den entsprechenden Werten im Alter von 12- 15
Wochen, (post-hoc Student`s T test p<0,05). Zusätzlich wurde eine korrigierte, frequenzabhängige
QT-Zeit angegeben, die nach der Mitchell Formel (QTc(ms)= QT(ms)/Wurzel aus RR/100) berechnet
ist.
n
RR (ms)
PQ (ms)
P
(ms)
QRS (ms)
QT (ms)
QTc (ms)
<12 Wochen
WT
GαqTG
7
8
133±6
137±4
35±2
44±1*
18±2
23±1*
13±1
13±1
42±2
36±2
36±1
34±2
12-15 Wochen
WT
GαqTG
8
8
123±5 121±4#
35±1
48±2*
19±1
26±1*
12±1
13±1
38±2
46±2*
35±1
42±2*#
55 Wochen
WT
GαqTG
5
5
122±8 162±11*‡
34±1
49±5*
22±1
22±1‡
14±0
18±2#
40±2
47±2*#
36±1
37±2
73
Ergebnisse
WT
I¯ I
I¯ I
I¯ I
I¯ I
GαqTG
I¯ ¯ I
I¯ ¯ I
I¯ ¯ I
I¯ ¯ I
100 ms
Abbildung 20: Verlängertes PQ-Intervall bei Gα
αq-Protein überexprimierenden Mäusen
Darstellung von jeweils vier Herzaktionen im Oberflächen-EKG einer Gαq-Protein überexprimierenden
Maus (rechts) und eines WTs (links) mit eingezeichnetem PQ-Intervall im Alter von 55 Wochen im SR
mit vergleichbarer Herzfrequenz.
74
Ergebnisse
PQ- Intervalle
60
□WT ■Gαq TG
*
PQ (ms)
50
*
*
40
30
20
10
0
WT
GαqTG
<12 Wochen
WT
GαqTG
12-15 Wochen
WT
GαqTG
55 Wochen
Abbildung 21: Verlängerte PQ-Intervalle bei Gα
αq-Protein überexprimierenden Mäusen baseline
unter Isoflurananästhesie in verschiedenen Altersstufen
Es werden die PQ-Intervalle von Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen (schwarze Balken) und
WT (weiße Balken) während Inhalationsanästhesie mit Isofluran in den Altersgruppen < 12 Wochen,
12-15 Wochen und 55 Wochen dargestellt. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede
gegenüber den WT, (post-hoc Student`s T test p<0,05). In allen drei Altersstufen wiesen die GαqProtein überexprimierenden Mäuse ein verlängertes PQ-Intervall auf.
75
Ergebnisse
P -Wellen-Dauer
60
□WT ■Gαq TG
P (ms)
50
40
*
*
30
‡
20
10
0
WT
GαqTG
<12 Wochen
WT
GαqTG
12-15 Wochen
WT
GαqTG
55 Wochen
Abbildung 22: Verlängerte P-Wellen-Dauer bei Gα
αq-Protein überexprimierenden Mäusen
baseline unter Isoflurananästhesie in verschiedenen Altersstufen
Es wird die P-Wellen-Dauer von Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen (schwarze Balken) und WT
(weiße Balken) während Inhalationsanästhesie mit Isofluran in den Altersgruppen < 12 Wochen, 1215 Wochen und 55 Wochen dargestellt. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede
gegenüber den WT, (post-hoc Student`s T test p<0,05), Diesis (‡) signifikante Unterschiede
gegenüber der Altersgruppe 12-15 Wochen (post-hoc Student`s T test p<0,05). In den Altersstufen
< 12 Wochen und 12 -15 Wochen wiesen die Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse verlängerte
P-Wellen gegenüber den WT auf, im Alter von 55 Wochen betrug die P-Wellen-Dauer bei
überlebenden transgenen und WT-Geschwistertieren im Mittel je 22±1ms.
76
Ergebnisse
QT- Intervalle
60
*
*
50
QT (ms)
#
#
□WT ■Gαq TG
40
30
20
10
0
WT
GαqTG
<12 Wochen
WT
GαqTG
12-15 Wochen
WT
GαqTG
55 Wochen
Abbildung 22: Verlängerte QT-Intervalle bei Gα
αq-Protein überexprimierenden Mäusen baseline
unter Isoflurananäshesie beginnend mit der Altersstufe 12-15 Wochen
Es werden die QT-Intervalle von Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen (schwarze Balken) und
Wildtypen (weiße Balken) während Inhalationsanästhesie mit Isofluran in den Altersgruppen < 12
Wochen, 12-15 Wochen und 55 Wochen dargestellt. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante
Unterschiede gegenüber den WT, (post-hoc Student`s T test p<0,05), Rauten (#) signifikante
Unterschiede gegenüber der Altersgruppe < 12 Wochen. In den Altersstufen 12-15 Wochen und 55
Wochen wiesen die Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse ein verlängertes QT-Intervall gegenüber
den WT auf.
4.1.2 Nach ß-adrenerger Stimulation
Nach intraperitonealer Isoprenalingabe unter Isoflurananästhesie zeigten im
Oberflächen- EKG 0 von 14 WT aber 12 von 20 Gαq-Protein überexprimierenden
Mäusen VHF (Fisher´s exact Test p<0,05, s. Abb. 24).
77
Ergebnisse
WT
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
GαqTG
* * * * * * * * *
I__I
I__I
I__I
I__I
I__I
100 ms
Abbildung 23: Darstellung eines repräsentativen Oberflächen-EKGs einer Gα
αq-Protein
überexprimierenden Maus und eines WT im Alter von 22 Wochen unter Isoflurananästhesie
nach Isoprenalinapplikation
Oben ist ein Ausschnitt eines typischen Oberflächen-EKGs eines WT und unten einer Gαq-Protein
überexprimierenden Maus nach Isoprenalingabe dargestellt. Die transgene Maus zeigt eine Episode
von VHF; das EKG der WT-Maus einen regelmäßigen SR. Sternchen (*) kennzeichnen die P-Wellen,
Klammern (I__I) Atembewegungsartefakte.
78
Ergebnisse
0/14
12/20
GαqTG
WT
**
■ VHF
Abbildung 25: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei
überexprimierenden Mäusen und WT im Oberflächen-EKG nach Isoprenalingabe
Gα
αq-Protein
Es ist graphisch die Häufigkeit von VHF im Oberflächen-EKG unter Isoflurananästhesie bei GαqProtein überexprimierenden Mäusen (rechts) und WT-Mäusen (links) nach Isoprenalinapplikation
dargestellt. Es wurden bei den WT 14 und bei den transgenen Tieren 20 EKGs von Mäusen aller
Altersstufen auf das Auftreten von VHF unter Isoprenalingabe untersucht. Die schwarze Fläche
kennzeichnet den Anteil der Mäuse, die Perioden von VHF zeigten. Sternchen (*) kennzeichnen
signifikante Unterschiede gegenüber den WT.
Die
Anzahl
der
Gαq-Protein
überexprimierenden
Mäuse,
die
unter
Isoprenalineinfluss VHF zeigten und die, die VHF baseline entwickelten, unterschied
sich nicht signifikant voneinander (28/ 79 baseline vs. 12/20 nach Isoprenalingabe,
Fisher´s exact Test p>0,05). Von den 12 transgenen Mäusen, die nach
Isoprenalininjektion VHF zeigten, entwickelten 5 erst nach Isoprenalinapplikation
VHF, 7 zeigten es sowohl vor als auch nach der Injektion. Auf die Erhebung von
Summenintervallen unter Isoprenalin wurde aufgrund der vorliegenden Ergebnisse
verzichtet.
Im Oberflächen-EKG unter Isoflurananästhesie wurden bei transgenen Mäusen 12
Stunden und 38 Minuten Aufzeichnungszeit ausgewertet. Bei den WT waren es 8
Stunden und 3 Minuten. In einem Zeitraum von 4 Stunden 13 Minuten, also in 30%
aller Aufzeichnungen, zeigten die Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse VHF im
Gegensatz zu keiner einzigen der WT (Fisher´s exact Test p<0,05).
79
Ergebnisse
VHF trat insgesamt über einen Zeitraum von 2 Stunden 7 Minuten während der 7
Stunden 26 Minuten andauernden baseline Aufzeichnungen (28%) und für 1 Stunde
42 Minuten der 5 Stunden 13 Minuten dauernden Aufzeichnungen nach Gabe von
Isoprenalin (33%) auf, also zu statistisch gleichen Anteilen. Durchschnittlich betrug
die Dauer der VHF-Episoden baseline 2 Minuten 29 Sekunden ± 0,23 und unter
Isoprenalin 4 Minuten 51 Sekunden ± 0,72. Unter Isoprenalin war die ermittelte
Dauer also signifikant länger (post-hoc Student`s T test p<0,05). Ungeachtet der
Isoprenalinapplikation betrug die mittlere VHF-Dauer im Oberflächen-EKG 3 Minuten
10 Sekunden ± 0,29.
80
Ergebnisse
Isoflurananästhesie
I¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯
* ¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯I
30%
Gαq TG
WT
baseline
ß-adrenerge Stimulation
33%
28%
Gαq TG
Gαq TG
Durchschnittliche Dauer
der VHF-Episoden
■ Zeitdauer des VHFs
I¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ * ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ I
Abbildung 26: Vergleich der Anteile von VHF-Episoden an der analysierten Aufzeichnungszeit
und der durchschnittlichen VHF-Episoden-Dauer bei Gα
αq-Protein überexprimierenden Mäusen
und WT im Oberflächen-EKG baseline und nach Isoprenalingabe
Es ist graphisch der Anteil der Dauer von VHF (schwarz) an der Aufzeichnungszeit (weiß) im
Oberflächen-EKG unter Isoflurananästhesie bei Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen (rechts)
und WT-Mäusen (links) baseline und nach Isoprenalinapplikation dargestellt. Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen zeigen im Unterschied zum WT VHF-Episoden, die von der zeitlichen
und prozentualen Dauer unter baseline-Bedingungen und nach Isoprenalingabe gleich häufig sind.
Die durchschnittliche Dauer der VHF Epidoden ist unterhalb, wiederum baseline (links) und nach
Isoprenalinapplikation (rechts) dargestellt. Die VHF-Episoden-Dauer ist unter Isoprenalin länger
((post-hoc Student`s T test p<0,05). Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede gegenüber
den WT.
81
Ergebnisse
4.2 Telemetrisches Elektrokardiogramm
4.2.1 Baseline
Die Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse, nicht aber ihre WT-Geschwistertiere,
zeigten im telemetrischen EKG ohne Belastung, dem sogenannten Ruhe-EKG, VHF.
Insgesamt zeigten 6 von 20 transgenen Mäusen Perioden von nichtanhaltendem
VHF im Gegensatz zu 0 von 11 WT. Untersucht wurde zum einen wiederum die
Altersgruppe < 12 Wochen, die 6 WT und 14 Gαq-Protein überexprimierende Mäuse
umfasste, und zum anderen die Altersgruppe von > 12 Lebenswochen. In dieser
wurden 5 WT und 6 Gαq-Protein überexprimierende Mäuse in einer Langzeitstudie
bis hin zu einem Alter von bis zu 31 Lebenswochen telemetrisch erfasst.
In der Altersgruppe < 12 Wochen zeigte 1 Gαq-Protein überexprimierende Maus
während einer 24 Stunden-Ruhe- Aufzeichnung VHF. Bei keiner der übrigen 13
transgenen Mäuse und keinem WT konnte während der Untersuchungen VHF
dokumentiert werden.
Betrachtet man die Altersgruppe von > 12 Wochen, so zeigten 5 von 6 Gαq-Protein
überexprimierende Mäuse VHF im Gegensatz zu 0 von 5 WT (Fisher´s exact Test
p<0,05, s. Abb.28).
82
Ergebnisse
WT
*
*
*
*
*
GαqTG
*
100 ms
Abbildung 27: Darstellung eines repräsentativen telemetrischen EKGs einer Gα
αq-Protein
überexprimierenden Maus und eines WT
Links ist ein Ausschnitt eines typischen telemetrischen EKGs eines WT und rechts einer Gαq-Protein
überexprimierenden Maus während der Telemetrie-Aufzeichnung dargestellt. Die transgene Maus
zeigt VHF; das EKG der WT-Maus durchgehend einen regelmäßigen SR. Sternchen (*) kennzeichnen
die P-Wellen. Unten sind an einem QRS-Komplex einer WT-Maus (links) und einer transgenen Maus
(rechts) beispielhaft die einzelnen EKG-Abschnitte benannt.
<P: Beginn der P-Welle, P: höchster Punkt der P-Welle, P>: Ende der P-Welle, Q: Punkt vor Anstieg
der höchsten Beschleunigungszunahme, R: höchster Punkt der größten Beschleunigungszunahme
oder erste positive Zacke nach Q, S: negative Zacke nach 'R', S>: erster Peak nach S/ höchster
Punkt,
83
Ergebnisse
WT
Gαq
Gαq
TGTG
WT
6
11
<12 Wochen
14
>12 Wochen
GαqTG
<12 Wochen
I¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯
* ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ GαqTG
I >12 Wochen
1
6
5
1
5
13
I____________________
* ___________________I
■ VHF
Abbildung 28: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gα
αq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT im telemetrischen EKG, bei sich frei bewegenden Tieren
ohne Narkose
Es ist graphisch die Häufigkeit des Auftretens von VHF in der Telemetrie bei Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen (rechts) und WT-Mäusen (links) dargestellt. Insgesamt wurden 11 WT
und 20 transgene Tiere in Ruhephasen und unter Belastungstests untersucht. Die schwarze Fläche
kennzeichnet den Anteil der Mäuse, die Perioden von VHF zeigten. Sternchen(*) kennzeichnen
signifikante Unterschiede unter den jeweiligen Gruppen.
Betrachtet man die Altersgruppe der >12 Wochen alten Tiere, so zeigen hier die Gαq-Protein
überexprimierende Mäuse signifikant mehr VHF als die der Altersgruppe < 12 Wochen und signifikant
mehr als ihre WT-Geschwistertiere in der Telemetrie (Fisher´s exact Test, p<0,05).
Der früheste Fall von dokumentiertem VHF im telemetrischen EKG trat während
einer 24 Stunden-Ruhe-Aufzeichnung im Alter von 9 Wochen auf. Die Gαq-Protein
überexprimierende Maus zeigte zu drei Zeitpunkten kurze Perioden von VHF, einmal
über 10s, einmal 1s und einmal 40s lang.
Die Wahrscheinlichkeit, in der Telemetrie VHF zu entwickeln, lag signifikant höher in
der Altersgruppe > 12 Lebenswochen als in der Altersgruppe
< 12 Wochen (SPSS, logistische Regression p<0,05, Faktor 35).
Im Herzfrequenzvergleich gab es zunächst weder in den analysierten Ruhephasen
vor den Belastungs-EKGs noch während der Langzeit-EKG-Aufzeichnungen
signifikante Unterschiede zwischen WT und transgenen Tieren.
84
Ergebnisse
Betrachtet man die mittleren Herzfrequenzen beider Genotypen über einen längeren
Aufzeichnungszeitraum, eine 24 Stunden-Ruheaufzeichnung, genauer, so sieht man,
dass während der Phase des Schlafens bzw. des Ruhens die Herzfrequenzen fast
identisch sind, während sie sich in Aktivitätsphasen deutlicher und zum Teil auch
signifikant unterscheiden (s. Abb. 29).
24 Stunden-Herzfrequenzprofil
800
*
Herzfrequenz (Schläge/Minute)
700
*
*
*
600
500
400
300
200
wt
Galphaq TG
100
0
0.00 a.m.
1.30 a.m.
3.00 a.m.
4.30 a.m.
6.00 a.m.
7.30 a.m.
9.00 a.m.
10.30 a.m.
1.00 p.m.
2.30 p.m.
4.30 p.m.
6.00 p.m.
7.30 p.m.
9.00 p.m.
10.30 p.m.
Zeit (Minuten)
Abbildung 29: 24 Stunden-Profil der Herzfrequenz Gα
αq-Protein überexprimierender Mäuse und
vergleichbarer WT
Es werden über den Zeitraum einer 24 Stunden-Ruhe-Aufzeichnung halbstündlich die Mittelwerte der
Herzfrequenzen bei > 12 Wochen alten Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen (schwarze
Quadrate) und WT (weiße Kreise) dargestellt. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede
gegenüber den WT (post-hoc Student`s T test p<0,05).
Bei den Mäusen in der Altersgruppe < 12 Wochen war ein solcher Unterschied der
Herzfrequenzen in den Aktivitätsphasen nicht zu beobachten.
Zur Bestimmung der Summenpotentiale wurden wiederum Aufzeichnungszeiträume
mit möglichst identischer Herzfrequenz gewählt, um vergleichbare Ergebnisse zu
erlangen.
Die Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse zeigten im Alter < 12 Wochen bereits
eine Verlängerung der PQ-Zeit und der Dauer der P-Welle. Die restlichen Parameter
85
Ergebnisse
unterschieden sich in diesem frühen Lebensalter nicht zwischen transgenen Tieren
und WT (s.Tab.7).
Im Alter von 12-15 Wochen war zusätzlich die QT-Zeit, also der Zeitraum ausgehend
von Q bis hin zu T+, das den frühesten zweiten Schnittpunkt der Nulllinie nach S>
markiert, bei den transgenen Mäusen verlängert (s.Tab.7).
Tabelle 5: EKG-Ergebnisse ausgewählter Parameter von Gα
αq-Protein überexprimierenden
Mäusen und WT im telemetrischen EKG bei sich frei bewegenden Tieren ohne Narkose
Die jüngeren Mäuse waren 8 Wochen, die >12 Wochen alten Mäuse 16 Wochen alt. Die Werte sind
angegeben als Mittelwert ± Standardfehler. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede
gegenüber den WT, Rauten (#) gegenüber den entsprechenden Werten gemessen im Alter von < 12
Wochen (post-hoc Student`s T test p<0,05). Zusätzlich wurde eine korrigierte, frequenzabhängige QTZeit angegeben, die nach der Mitchell Formel (QTc(ms)= QT(ms)/Wurzel aus RR/100) berechnet ist.
n
RR (ms)
PQ (ms)
P
(ms)
QRS (ms)
QT (ms)
QTc (ms)
<12 Wochen
WT
GαqTG
6
8
102±12
111±5
29±1
38±2*
16±0
21±1*
14±0
14±1
36±1
43±4
36±2
40±3
> 12 Wochen
WT
GαqTG
5
6
116±7
119±4
32±1
51±7*#
18±1
26±3*
14±0
14±1
41±2
52±3*#
38±2
48±3*
86
Ergebnisse
WT
I¯ I
I¯ I
I¯ I
I¯ I
GαqTG
I¯ ¯ I
I¯ ¯ I
I¯ ¯ I
I¯ ¯ I
100 ms
Abbildung 30: Verlängertes PQ-Intervall und
überexprimierenden Mäusen in der Telemetrie
verbreiterte
P-Wellen
bei
Gα
αq-Protein
Darstellung
vergleichbarer
Herzaktionen
im
telemetrischen
EKG
einer
Gαq-Protein
überexprimierenden Maus (rechts) und eines WTs (links) mit eingezeichnetem PQ-Intervall (oberhalb)
und eingezeichneter P-Wellen-Dauer (unterhalb) im Alter von 16 Wochen bei vergleichbarer
Herzfrequenz. Unten sind an einem QRS-Komplex einer WT-Maus (links) und einer transgenen Maus
(rechts) beispielhaft die einzelnen EKG-Abschnitte benannt.
<P: Beginn der P-Welle, P: höchster Punkt der P-Welle, P>: Ende der P-Welle, Q: Punkt vor Anstieg
der höchsten Beschleunigungszunahme, R: höchster Punkt der größten Beschleunigungszunahme
oder erste positive Zacke nach Q, S: negative Zacke nach 'R', S>: erster Peak nach S/ höchster
Punkt,
87
Ergebnisse
PQ- Intervalle
60
*#
□WT ■Gαq TG
50
*
PQ (ms)
40
30
20
10
0
WT
GαqTG
<12 Wochen
WT
GαqTG
> 12 Wochen
Abbildung 31: Verlängerte PQ-Intervalle bei Gα
αq-Protein überexprimierenden Mäusen baseline
im telemetrischen EKG in der Altersgruppe < 12 Wochen und > 12 Wochen
Es werden die PQ-Intervalle von Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen (schwarze Balken) und
WT (weiße Balken) während normaler Aktivität in der Telemetrie in den Altersgruppen < 12 Wochen
und > 12 Wochen dargestellt. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede gegenüber den
WT, Rauten (#) gegenüber den Werten der Altersgruppe < 12 Wochen (post-hoc Student`s T test
p<0,05). In beiden Altersstufen weisen die Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse ein verlängertes
PQ-Intervall auf.
88
Ergebnisse
P-Wellen-Dauer
60
P (ms)
50
□WT ■Gαq TG
40
*
*
30
20
10
0
WT
GαqTG
<12 Wochen
WT
GαqTG
> 12 Wochen
Abbildung 32: Verlängerte P-Wellen-Dauer bei Gα
αq-Protein überexprimierenden Mäusen
baseline im telemetrischen EKG in der Altersgruppe < 12 Wochen und > 12 Wochen
Es wird die P-Wellen-Dauer von Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen (schwarze Balken) und WT
(weiße Balken) während normaler Aktivität in der Telemetrie in den Altersgruppen < 12 Wochen und
> 12 Wochen dargestellt. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede gegenüber den WT
(post-hoc Student`s T test p<0,05). In beiden Altersstufen weisen die Gαq-Protein überexprimierenden
Mäuse ein verlängertes P-Wellen-Intervall auf.
89
Ergebnisse
QT- Intervalle
60
*#
□WT ■Gαq TG
QT (ms)
50
40
30
20
10
0
WT
GαqTG
<12 Wochen
WT
GαqTG
> 12 Wochen
Abbildung 33: Verlängerte QT-Intervalle bei Gα
αq-Protein überexprimierenden Mäusen baseline
im telemetrischen EKG in der Altersgruppe < 12 Wochen und > 12 Wochen
Es werden die QT-Intervalle von Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen (schwarze Balken) und WT
(weiße Balken) während normaler Aktivität in der Telemetrie in den Altersgruppen < 12 Wochen und
> 12 Wochen dargestellt. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede gegenüber den WT,
Rauten (#) gegenüber den Werten der Altersgruppe < 12 Wochen (post-hoc Student`s T test p<0,05).
Bei den Mäusen der Altersgruppe > 12 Wochen wiesen die Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse
ein verlängertes QT-Intervall sowohl gegenüber den WT als auch gegenüber der jüngeren
Altersgruppe auf.
4.2.2 Nach ß-adrenerger Stimulation in der Telemetrie
In der Telemetrie zeigten nach intraperitonealer Isoprenalingabe 0 von 11 Wildtypen
und 0 von 20 Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen VHF. Somit zeigten deutlich
mehr transgene Tiere VHF nach Isoprenalinapplikation unter Anästhesie als in der
Telemetrie (Fisher´s exact Test p<0,05, s. Abb. 33).
90
Ergebnisse
Vorhofflimmern nach ß-adrenerger Stimulation
WT
Gαq TG
*
Gαq TG
*
8
14
WT
12
11
20
■ VHF
Isoflurananästhesie
Telemetrie
Abbildung 34: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gα
αq-Protein
überexprimierenden Mäusen und Wildtypen im Oberflächen-EKG nach Isoprenalingabe und
während der Telemetrieaufzeichnungen ohne Anästhesie
Es ist graphisch die Häufigkeit von VHF im Oberflächen-EKG unter Isoflurananästhesie bei GαqProtein überexprimierenden Mäusen und WT (links) und in der Telemetrie (rechts) nach
Isoprenalinapplikation dargestellt. Der Beobachtungszeitraum betrug im Oberflächen-EKG
2 min/Maus, in der Telemetrie 10 min/Maus. Die schwarze Fläche kennzeichnet den Anteil der Mäuse,
die Perioden von VHF zeigten. Sternchen(*) kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den
Gruppen (Fisher´s exact Test p<0,05).
Während der 10minütigen Baseline- Aufzeichnung trat bei den Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen nur bei einer einzigen Maus eine atriale Extrasystole
auf sowie 2 bei einem der 11 untersuchten WT (beide aus der Altersgruppe
> 12 Wochen). Unter Isoprenalineinwirkung erhöhte sich ihre Anzahl auf insgesamt
84 bei den transgenen Tieren. Nun zeigten 12 der 20 Mäuse atriale Extrasystolen
und 2 der 11 WT. Betrachtet man wiederum die verschiedenen Altersgruppen, so
zeigten bei den transgenen Mäusen im Alter > 12 Wochen alle 6 mindestens eine
atriale Extrasystole, im Gegensatz zu 1 von 5 WT (Fisher´s exact Test p<0,05, s.
Abb. 34).
91
Ergebnisse
AES nach Isoprenalininjektion in der Telemetrie
Anzahl der Tiere mit AES
7
*
6
5
4
3
2
□ keine AES
■ AES
1
0
WT
Gαq TG
Abbildung 35: Vergleich der atrialen Extrasystolen zwischen WT und Gα
αq-Protein
überexprimierenden Mäusen im Alter > 12 Lebenswochen nach Isoprenalinapplikation
Dargestellt wird das Verhältnis zwischen dem Vorkommen von atrialen Extrasystolen (AES, schwarzer
Balken) gegenüber Tieren ohne Arrhythmie (weißer Balken) von WT und Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen (Gαq TG). Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede
gegenüber den WT (Fisher´s exact Test p<0,05).
*
*
100 ms
Abbildung 37: Repräsentatives telemetrisches EKG einer Gα
αq-Protein überexprimierenden
Maus nach Isoprenalinapplikation mit AES
Gezeigt wird ein typisches EKG einer Gαq-Protein überexprimierenden Maus nach Isoprenalingabe im
SR, der von zwei atrialen Extarsystolen (*) unterbrochen wird.
92
Ergebnisse
Die Anzahl der dokumentierten ventrikulären Extrasystolen stieg von insgesamt 5
während einer 10minütigen Baseline-Aufzeichnung vor Isoprenalingabe auf 473
unter Isoprenalin. Dabei zeigten 13 der 20 transgenen Mäuse mindestens 1
ventrikuläre Extrasystole, im Gegensatz zu 1 von 11 WT (Fisher´s exact Test p<0,05,
s. Abb. 36).
VES nach Isoprenalininjektion in der Telemetrie
Anzahl der Tiere mit VES
25
*
20
15
10
5
□ keine VES
■ VES
0
WT
Gαq TG
Abbildung 36: Vergleich der ventrikulären Extrasystolen zwischen WT und Gα
αq-Protein
überexprimierenden Mäusen nach Isoprenalinapplikation
Dargestellt wird das Verhältnis zwischen dem Vorkommen von ventrikulären Extrasystolen (VES,
schwarzer Balken) gegenüber Tieren ohne Arrhythmie (weißer Balken) von WT und Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen (Gαq TG). Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede
gegenüber den WT (Fisher´s exact Test p<0,05).
93
Ergebnisse
*
100 ms
Abbildung 38: Repräsentatives telemetrisches EKG einer Gα
αq-Protein überexprimierenden
Maus nach Isoprenalinapplikation mit VES
Gezeigt wird ein typisches EKG einer Gαq-Protein überexprimierenden Maus nach Isoprenalingabe im
SR, der von einer ventrikulären Extarsystole (*) unterbrochen wird.
94
Ergebnisse
4.2.3 Airjet-Belastung
0 von 11 WT und 1 von 20 Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen zeigte während
einer 15minütigen Airjet-Belastung VHF (s.Abb. 38).
WT
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
GαqTG
* * * * * *
_ _ _ _ _ _ _AF_ _ _ _ _ _ _ _
100 ms
Abbildung 39: Darstellung eines repräsentativen telemetrischen EKGs einer Gα
αq-Protein
überexprimierenden Maus und eines WT während eines Airjet-Stress-Tests
Oben ist ein Ausschnitt eines typischen telemetrischen EKGs eines WT und unten einer Gαq-Protein
überexprimierenden Maus während Airjet-Belastung dargestellt. Die transgene Maus zeigt zunächst
eine Episode von VHF (___AF___), dann SR; das EKG der WT-Maus durchgehend einen
regelmäßigen SR. Sternchen (*) kennzeichnen die P-Wellen.
Bei den transgenen Mäusen wurden insgesamt 70 atriale Extrasystolen registriert,
somit signifikant mehr als bei der Baseline-Aufzeichnung und bei den WT, wo jeweils
eine atriale Extrasystole dokumentiert wurde (post-hoc Student`s T test, p<0,05).
Insgesamt zeigten 9 der 20 untersuchten transgenen Mäuse atriale Extrasystolen.
95
Ergebnisse
Die Gruppe der > 12 Wochen alten Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse zeigte
wiederum zu 100% atriale Extrasystolen (6 von 6 vs. 1 von 5 WT, Fisher´s exact Test
p<0,05, s. Abb. 39).
AES unter Airjet-Belastung in der Telemetrie
Anzahl der Tiere mit AES
7
*
6
5
4
3
2
□ keine AES
■ AES
1
0
WT
Gαq TG
Abbildung 40: Vergleich der atrialen Extrasystolen zwischen Wildtypen und Gα
αq-Protein
überexprimierenden Mäusen während Airjet-Belastung
Dargestellt wird das Verhältnis zwischen dem Vorkommen von atrialen Extrasystolen (AES, schwarzer
Balken) gegenüber Tieren ohne Arrhythmie (weißer Balken) von WT und Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen (Gαq TG). Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede
gegenüber den WT (Fisher´s exact Test p<0,05).
*
#
*
#
#
#
#
100 ms
Abbildung 41: Repräsentatives telemetrisches EKG einer Gα
αq-Protein überexprimierenden
Maus während Airjet-Belastung mit AES und VES
96
Ergebnisse
Gezeigt wird ein EKG einer Gαq-Protein überexprimierenden Maus während Airjet-Belastung. Es
treten atriale Extrasystolen (*) und ventrikuläre Extrasystolen (#) in Form von Bigemini auf.
Neben den atrialen Extrasystolen erhöhte sich die Anzahl der ventrikulären
Extrasystolen von 5 baseline auf 1366; baseline zeigten 2 von 20 transgenen
Mäusen ventrikuläre Extrasystolen, unter Airjet-Belastung 10 von 20 (Fisher´s exact
Test p<0,05). Im Gegensatz dazu wurden bei 3 von 11 WT ventrikuläre Extrasystolen
während des Airjet-Stress dokumentiert.
*
*
*
*
*
*
100 ms
Abbildung 42: Repräsentatives telemetrisches EKG einer Gα
αq-Protein überexprimierenden
Maus während Airjet-Belastung mit VES
Gezeigt wird ein typisches EKG einer Gαq-Protein überexprimierenden Maus während AirjetBelastung im SR, der von zwei einzelnen ventrikulären Extrasystolen und zwei Couplets (*)
unterbrochen wird.
4.2.4 Nach muskarinerger Stimulation
Nach intraperitonealer Carbacholinjektion zeigte im telemetrischen EKG 1 von 5
Wildtypen und 1 von 5 Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen VHF.
Der WT zeigte zunächst bei einer Herzfrequenz von 500 Schlägen pro Minute
wiederholt einen AV-Block II°. Dann fiel die Herzfr equenz schrittweise über 425
Schlägen pro Minute auf 370 Schläge pro Minute. Aus dieser Bradykardie heraus
traten Episoden von VHF auf.
Die transgene Maus hatte bei Carbacholinjektion eine Herzfrequenz von 600
Schlägen pro Minute, dann trat ebenfalls mehrfach ein AV-Block II° auf und darauf
97
Ergebnisse
viele einzelne ventrikuläre Extrasystolen sowie Couplets und Triplets. Dann auch
Episoden mit einem ventrikulären Ersatzrhythmus, wobei auch eine Erregung im
Vorhof zu dieser Zeit noch vorhanden war, jedoch nicht übergeleitet wurde. Die
Herzfrequenz sank auf 350 Schläge pro Minute und auch hier trat aus der
Bradykardie heraus VHF auf.
WT
SR
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
WT
VHF
Gαq TG
VHF
100 ms
Abbildung 43: Darstellung eines telemetrischen EKGs einer Gα
αq-Protein überexprimierenden
Maus und zweier WT nach Carbacholapplikation
Oben und mittig sind Ausschnitte telemetrischer EKGs von WT und unten einer Gαq-Protein
überexprimierenden Maus nach Carbacholinjektion dargestellt. Der mittig dargestellte Wildtyp und die
98
Ergebnisse
transgene Maus zeigen VHF; das EKG der WT-Maus (oben) durchgehend einen regelmäßigen SR.
Sternchen (*) kennzeichnen die P-Wellen.
Von den transgenen Mäusen zeigten 5 von 5 atriale Extrasystolen im Gegensatz zu
1 von 5 WT (Fisher´s exact Test p<0,05, s. Abb. 43).
AES nach Carbacholinjektion in der Telemetrie
Anzahl der Tiere mit AES
6
*
5
4
3
2
□ keine AES
■ AES
1
0
WT
Gαq TG
Abbildung 44: Vergleich der atrialen Extrasystolen
überexprimierenden Mäusen nach Carbacholapplikation
zwischen
WT
und
Gα
αq-Protein
Dargestellt wird das Verhältnis zwischen dem Vorkommen von atrialen Extrasystolen (AES, schwarzer
Balken) gegenüber Tieren ohne Arrhythmie (weißer Balken) von WT und Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen (Gαq TG). Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede
gegenüber den WT (Fisher´s exact Test p<0,05).
99
Ergebnisse
WT
*
100 ms
Abbildung 45: Repräsentatives telemetrisches EKG einer Gα
αq-Protein überexprimierenden
Maus nach Carbacholapplikation
Gezeigt wird ein typisches EKG einer Gαq-Protein überexprimierenden Maus nach Carbacholgabe im
SR, der von einer atrialen Extrasystole (*) unterbrochen wird.
Bei den transgenen Tieren stieg außerdem die Anzahl der ventrikulären
Extrasystolen
von
0,
während
10
Minuten
Baseline-
Aufzeichnung
vor
Carbacholinjektion auf 1204 unter Carbacholeinwirkung. Dabei zeigten 4 der 5
untersuchten
Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse im Gegensatz zu 0 von 5
Wildtypen mindestens 76 ventrikuläre Extrasystolen in den ausgewerteten 10
Minuten (Fisher´s exact Test p<0,05, s. Abb. 45).
100
Ergebnisse
VES nach Carbacholinjektion in der Telemetrie
Anzahl der Tiere mit VES
6
*
5
4
3
2
□ keine VES
■ VES
1
0
Gαq TG
WT
Abbildung 46: Vergleich der ventrikulären Extrasystolen zwischen WT und Gα
αq-Protein
überexprimierenden Mäusen nach Carbacholapplikation
Dargestellt wird das Verhältnis zwischen dem Vorkommen von ventrikulären Extrasystolen (VES,
schwarzer Balken) gegenüber Tieren ohne Arrhythmie (weißer Balken) von WT und Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen (Gαq TG). Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede
gegenüber den WT (Fisher´s exact Test p<0,05).
4.2.5 Vergleich der telemetrischen Teiluntersuchungen
Im Rahmen der telemetrischen Untersuchungen wurden über 294 Stunden EKGAufzeichnungen
transgener Mäuse und 182 Stunden von Wildtypmäusen
ausgewertet. In einer Zeitspanne von insgesamt 5 Stunden und 32 Minuten zeigten
die Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse währenddessen VHF. Im Gegensatz
dazu keine der WT-Mäuse. Das entspricht einem Prozentsatz an VHF von 2% aller
Aufzeichnungen.
Die Wahrscheinlichkeit VHF aufzuzeichnen lag somit in dieser Arbeit bei den
Oberflächen-EKGs unter Isofluran mit 30% deutlich höher (s. auch S. 81 und S. 91,
Fisher´s exact Test, p<0,05). Obwohl im telemetrischen EKG eine lückenlosere und
umfassendere
Dokumentation
von
Ruhephasen
und
während
sowie
nach
101
Ergebnisse
Belastungstest möglich war, zeigten die Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse
ohne Anästhesie im Vergleich seltener VHF als im EKG unter Isofluran-Narkose.
Die Episoden mit VHF waren überwiegend kurz. Nur eine einzige transgene Maus
zeigte über eine Dauer von mehr als 5 Stunden VHF. Bei den restlichen Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen im telemetrischen EKG waren die Perioden des VHFs
im Gegensatz dazu durchschnittlich 32±7 Sekunden lang und somit kürzer als im
Oberflächen-EKG unter Isoflurananästhesie. Hier lag die durchschnittliche Dauer bei
3 Minuten 10 Sekunden ±0,29 (post-hoc Student`s T test, p<0,05, s. Abb. 46).
Isoflurananästhesie
I¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯
* ¯¯¯¯¯¯¯I
WT
Telemetrie ohne Anästhesie
I¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯
Gαq TG
* ¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯I
WT
Gαq TG
■ Zeitdauer des VHFs
Abbildung 47: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gα
αq-Protein
überexprimierenden
Mäusen
und
WT
während
des
Oberflächen-EKGs
unter
Isoflurananästhesie und im telemetrischen EKG ohne Anästhesie
Es ist graphisch die Dauer des Auftretens von VHF während der elektrokardiographischen
Untersuchungen unter Isoflurananästhesie (links) und ohne Anästhesie (rechts) bei Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT dargestellt. Die schwarze Fläche kennzeichnet den Anteil der
Zeitspanne, in dem Mäuse Perioden von VHF zeigten. Sternchen(*) kennzeichnen signifikante
Unterschiede unter den jeweiligen Gruppen (Fisher´s exact Test p<0,05).
Im Herzfrequenzvergleich aller telemetrischen Untersuchungen zeigten die > 12
Wochen alten Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse im telemetrischen EKG
während der Airjet-Belastung niedrigere minimale und mittlere Herzfrequenzen als
die Wildtypen. Unter Carbacholeinwirkung sanken die mittleren Herzfrequenzen der
102
Ergebnisse
transgenen Mäuse auf niedrigere Werte ab. In den übrigen Versuchsprotokollen
zeigten sich keine Unterschiede zwischen den Genotypen (s. Tab. 5).
Tabelle 6: Herzfrequenzvergleich zwischen Gα
αq-Protein überexprimierenden Mäusen und WT
in Ruhe, unter Airjet-Belastung sowie baseline davor, nach intraperitonealer Gabe von
Isoprenalin sowie baseline davor und nach intraperitonealer Gabe von Carbachol sowie
baseline davor
Die Werte werden angegeben als Mittelwerte ± Standardfehler. Sternchen (*) kennzeichnen
signifikante Unterschiede gegenüber den WT.
< 12 Wochen
24h- Ruhe
Base vor
Airjet
Airjet
Base vor
Isoprenalin
Isoprenalin
Base vor
Carbachol
Carbachol
Min
MW
Max
Min
MW
Max
Min
MW
Max
Min
MW
Max
Min
MW
Max
Min
MW
Max
Min
MW
Max
WT
387±28
563±9
775±24
440±15
499±10
604±23
517±34
689±18
823±20
279±49
508±38
829±52
528±67
745±20
846±15
–
–
–
–
–
–
n
7
7
7
6
6
6
6
6
6
6
6
6
6
6
6
Gαq TG
360±43
558±17
791±23
449±21
509±16
585±23
448±38
639±23
799±10
256±33
533±21
859±21
498±31
717±12
807±12
–
–
–
–
–
–
> 12 Wochen
n
11
11
11
14
14
14
14
14
14
14
14
14
14
14
14
WT
282±44
533±14
749±57
229±31
426±26
621±54
374±35
678±15
886±11
250±30
423±25
596±55
380±53
696±25
907±7
324±29
431±14
589±29
165±15
375±12
749±41
n
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
Gαq TG
274±27
506±20
721±29
222±29
436±14
695±72
236±24*
587±26*
909±4
227±28
435±16
648±77
276±32
626±14
877±28
324±34
469±7
645±51
149±6
272±13*
660±38
n
6
6
6
6
6
6
6
6
6
6
6
6
6
6
6
5
5
5
5
5
5
103
Ergebnisse
Tabelle 7: Vergleich der Herzfrequenzveränderungen zwischen Baseline-Aufzeichnungen und
unter Airjet-Belastung und nach intraperitonealer Gabe von Isoprenalin und Carbachol bei
Gα
αq-Protein überexprimierenden Mäusen und WT
Die Werte werden angegeben als prozentuale Veränderung ± Standardfehler. Sternchen (*)
kennzeichnen signifikante Unterschiede gegenüber den WT.
Airjet
Isoprenalin
Carbachol
Minimum
Mittelwert
Maximum
Minimum
Mittelwert
Maximum
Minimum
Mittelwert
Maximum
< 12 Wochen
WT
Gαq TG
+17±7
+4±8
+38±3
+27±4
+37±3
+39±1
+114±35
+183±8
+49±3
+29±2
+5±2
-10±2
–
–
–
–
–
–
> 12 Wochen
WT
Gαq TG
+72±17
+9±11*
+61±7
+35±4*
+47±11
+38±1
+53±12
+27±18
+68±3
+45±2
+57±1
+43±3
-49±6
-53±6
-12±3
-42±13*
+29±4
+5±38
4.3 Echokardiographie
Es wurden serielle echokardiographische Untersuchungen an 4,8,12,15 und 25
Wochen alten Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen und WT durchgeführt und
die Ergebnisse in den schon zuvor für die elektrophysiologischen Untersuchungen
verwendeten Altersklassen von < 12 Wochen und >12 Wochen zusammengefasst.
Während der echokardiographischen Untersuchung zeigten die Gαq-Protein
überexprimierenden Mäuse, nicht aber ihre WT-Geschwistertiere paroxysmales VHF
(0 von 17 WT vs. 7 von 21 Gαq TG, p<0,05, s. Abb.48 und 49). Betrachtet man den
prozentualen Anteil von dokumentiertem VHF, so stimmen die Ergebnisse im
Oberflächen- EKG mit denen während der Echokardiographie sehr gut überein und
sind somit reproduzierbar. Unter den vergleichbaren Bedingungen zeigten im
Oberflächen-EKG 28 von 79 transgenen Mäusen insgesamt VHF (35%) und
während der Echokardiographie 7 von 21 (33%, Fisher´s exact Test p=1). Dabei lag
der Prozentsatz bei der Altersgruppe < 12 Wochen bei durchschnittlich 33% (18 von
52 (35%) im Oberflächen-EKG vs. 3 von 10 (30%) während der Echokardiographie,
104
Ergebnisse
p=1) und bei den >12 Wochen alten Mäusen bei 37% (10 von 27 (37%) vs. 4 von
11(36%), p=1).
WT
WT
Gαq TG
I¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯
* ¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯I
7
17
<12 Wochen
14
>12 Wochen
<12 Wochen
>12 Wochen
3
4
6
11
7
7
■ VHF
Abbildung 48: Vergleich der
überexprimierenden
Mäusen
Isoflurananästhesie
Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gα
αq-Protein
und
WT
während
der
Echokardiographie
unter
Es ist graphisch die Häufigkeit des Auftretens von VHF während der echokardiographischen
Untersuchung unter Isoflurananästhesie bei Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen (rechts) und
WT-Mäusen (links) dargestellt. Die schwarze Fläche kennzeichnet den Anteil der Mäuse, die Perioden
von VHF zeigten. Sternchen(*) kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den jeweiligen
Gruppen (Fisher´s exact Test, p<0,05).
105
Ergebnisse
100
WT
80
60
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
40
20
0
‡
‡
‡
‡
‡
‡
‡
‡
‡
‡
‡
‡
‡
‡
Gαq TG
100
80
60
40
20
0
Abbildung 49: Beispielhafte dopplerechokardiographische Flussgeschwindigkeitsprofile über
der Mitralklappe einer Gα
αq-Protein überexprimierenden Maus mit VHF und eines WT im Alter
von 8 Wochen
Beim WT zeigen die Flussgeschwindigkeitsprofile über der Mitralklappe deutlich A- und E-Wellen
sowie im gleichzeitig erhobenen 1-Kanal-EKG P-Wellen und regelmäßige R-R-Abstände, während bei
der Gαq-Protein überexprimierenden Maus der Rhythmus unregelmäßig ist und A-Wellen der
Flussgeschwindigkeitsprofile sowie P-Wellen im EKG nicht auftreten. Sternchen (*) kennzeichnen die
A-Wellen, Diesis (‡) P-Wellen im dazugehörigen EKG.
Die echokardiographischen Untersuchungen ergaben folgende Ergebnisse:
Im Rahmen der Untersuchungen an den jüngsten Probanden, deren Alter bei
durchschnittlich 6 Wochen lag, zeigten sich die Linksherzparameter bezogen auf die
Ventrikel nicht verändert gegenüber den WT-Mäusen. Ventrikuläre Wanddicken,
Herzzeitvolumen,
Schlagvolumen,
zirkuläre
Faserverkürzung
und
die
linksventrikuläre Masse sind unauffällig; die linksventrikuläre Verkürzungsfraktion (FS
in %) und die Ejektionsfraktion des linken Ventrikels erschienen tendenziell niedriger
bei den transgenen Mäusen, aber nicht signifikant unterschiedlich zu den WTGeschwistertieren (FS (%) 34± 2 vs. 28±2, EF (%) 64±2 vs. 54±4, Werte der
Wildtypen jeweils zuerst genannt, post-hoc Student`s T test p<0,1, WT n=6, Gαq TG
n=8). Die linksatrialen Diameter hingegen zeigten sich ebenso wie die linksatriale
106
Ergebnisse
Fläche in Diastole und Systole bereits in dieser Altersgruppe bei den Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen deutlich vergrößert. Die linksatriale Verkürzungsfraktion
der transgenen Mausherzen anhand der Diameter war signifikant erniedrigt (LAEDd
(mm) 1,09±0,02 vs. 2,03±0,28, LAEDs (mm) 0,70±0,03 vs. 1,67±0,26, post-hoc
Student`s T test p<0,05, WT n=6, Gαq TG n=8).
Die Größe des linken Vorhofs der transgenen Mäuse zeigte sich, alle Altersklassen
zusammengenommen, durchschnittlich um 56% in der Diastole und um 90% in der
Systole vergrößert gegenüber den WT-Werten (post-hoc Student`s T test p<0,05).
107
Ergebnisse
WT
GαqTG
1 mm
1 mm
Abbildung 50: Echokardiographische Darstellung von Längsschnitten des Herzens und MMode-Darstellungen der Aorta und des linken Vorhofes von Gα
αq-Protein überexprimierenden
Mäusen und WT im Alter von 4 Wochen
Oben sind 2D-Bild und M-Mode des WT und unten der Gαq-Protein überexprimierenden Maus
dargestellt. Schon im Alter von 4 Wochen zeigen sich Fläche und Diameter deutlich vergrößert bei
Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen.
108
Ergebnisse
WT
LV
Ao
LA
GαqTG
LV
Ao
1 mm
LA
1 mm
Abbildung 50a: Identische echokardiographische Darstellung von Längsschnitten des Herzens
und M-Mode-Darstellungen der Aorta und des linken Vorhofes von Gα
αq-Protein
überexprimierenden Mäusen (unten) und WT (oben) im Alter von 4 Wochen mit beispielhaft
eingezeichneten Diametern und Flächen der linken Vorhöfe, wie sie vermessen wurden
Oben sind jeweils 2D-Bild und M-Mode des WT und unten der Gαq-Protein überexprimierenden Maus
dargestellt. Dabei ist im unteren Ausschnitt jeweils im 2D-Bild beispielhaft die Fläche des LA während
der LA Systole eingezeichnet (gestrichelter Kreis) und der Diameter (durchgezogene Linie) sowie im
M-Mode der Vorhofdurchmesser in Diastole und Systole, gekennzeichnet durch je einen senkrechten
Strich. Schon im Alter von 4 Wochen zeigen sich Fläche und Diameter deutlich vergrößert bei GαqProtein überexprimierenden Mäusen.
Zur genaueren Untersuchung der Vorhofveränderungen wurde die Gruppe der
transgenen Tiere zusätzlich in eine Untergruppe von Mäusen, die in vorherigen
Untersuchungen bereits VHF gezeigt haben (Gαq TG mit VHF) und solche, bei
denen zuvor kein VHF dokumentiert wurde (Gαq TG ohne VHF), unterteilt. Die
Messungen selbst, atriale sowie alle anderen erhobenen Werte, wurden immer im
Eurhythmus ermittelt. Perioden von VHF wurden zwar dokumentiert, aber nie zur
Ermittlung von echokardiographischen Parametern herangezogen. Wiederum
wurden die linksatrialen Diameter und deren Fläche in Diastole und Systole bestimmt
und daraus die resultierende LA FS in % errechnet. Die Diameter waren sowohl
109
Ergebnisse
diastolisch als auch systolisch bei Gαq TG mit VHF wie Gαq TG ohne VHF
gegenüber denen der WT vergrößert. Außerdem waren die Vorhöfe der Gαq TG mit
VHF zusätzlich signifikant größer als die Gαq TG ohne VHF. Eine funktionelle
Beeinträchtigung aufgrund dieser morphologischen Veränderungen zeigte sich an
der erniedrigten Kontraktionskraft des linken Vorhofes: die LA FS beider transgener
Gruppen war erniedrig gegenüber der LA FS der WT und dies wiederum stärker
ausgeprägt bei den Gαq TG mit VHF (s. Abb. 50).
Bei Erhebung der diastolischen und systolischen Fläche der linken Vorhöfe ergab
sich ein ähnliches Bild (s. Abb. 51).
600
LA Diameter
500
400
300
200
I¯ ¯ ¯ ¯ *¯ ¯ ¯ ¯ I
I¯ ¯ ¯ ¯ *¯ ¯ ¯ ¯ I
I¯ ¯ ¯ ¯ *¯ ¯ ¯ ¯ I
I¯ ¯ *¯ ¯ I
I¯ ¯ *¯ ¯ I
I¯ ¯ *¯ ¯ I
I¯ ¯ *¯ ¯ I
I¯ ¯ *¯ ¯ I
WT
GαqTG ohne VHF
GαqTG mit VHF
100
17
0
17
17
LAEDd (mm)
17 17
17
LAEDs (mm)
17
17
17
LA FS (%)
Abbildung 51: Vergleich der diastolischen und systolischen linken Vorhofdurchmesser und der
daraus resultierenden LA FS zwischen Gαq TG ohne VHF, Gαq TG mit VHF und WT
Dargestellt ist der diastolische und der systolische linksventrikuläre Durchmesser sowie die LA FS der
Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse, bei denen zuvor VHF dokumentiert wurde (schwarze
Balken), der Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse, bei denen das nicht der Fall war (graue Balken)
und der WT (weiße Balken). Die Messungen wurden durchgeführt bei Mäusen aller Altersklassen,
wobei jeweils Paare gleichen Alters in die Auswertungen einflossen. Der Unterschied der funktionellen
Beeinträchtigung ist zwischen Gαq TG ohne VHF und Gαq TG mit VHF (LA FS (%) 18 vs. 12 Gαq TG
mit AF, p<0,05) stärker ausgeprägt als zwischen Gαq TG ohne VHF und WT (LA FS (%) 18 vs. 24
WT, p>0,05). Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede der Gruppen untereinander
(Mann-Whitney U-Test p<0,05).
110
Ergebnisse
LA Fläche
600
500
400
I¯ ¯ ¯ ¯ *¯ ¯ ¯ ¯ I
I¯ ¯ *¯ ¯ I
I¯ ¯ ¯ ¯ *¯ ¯ ¯ ¯ I
I¯ ¯ *¯ ¯ I
I¯ ¯ *¯ ¯ I
I¯ ¯ ¯ ¯ *¯ ¯ ¯ ¯ I
I¯ ¯ *¯ ¯ I
300
200
WT
100
GαqTG ohne VHF
GαqTG mit VHF
0
7
7
7
LA lav d (mm²)
7
7
7
LA lav s (mm²)
7
7
7
LA lav FS (%)
Abbildung 52: Vergleich der diastolischen und systolischen linken Vorhofflächen und der
daraus resultierenden LA FS zwischen Gαq TG mit AF, Gαq TG ohne AF und Wildtypen
Dargestellt ist die diastolische und systolische linksventrikuläre Fläche sowie die LA lav FS der GαqProtein überexprimierenden Mäuse, bei denen zuvor VHF dokumentiert wurde (schwarze Balken), der
Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse, bei denen das nicht der Fall war (graue Balken) und der WT
(weiße Balken). Die Messungen wurden durchgeführt bei Mäusen aller Altersklassen, wobei jeweils
Paare gleichen Alters in die Auswertungen einflossen. Wiederum zeigt sich das Ausmaß der
funktionellen Beeinträchtigung deutlicher unterschiedlich zwischen Gαq TG ohne VHF und Gαq TG
mit VHF (LA lav FS(%) 29 vs.16 Gαq TG mit VHF, p<0,05) als zwischen Gαq TG ohne VHF und WT
(LA lav FS (%) 29 vs. 34 WT, p>0,05). Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede der
Gruppen untereinander.
Die echokardiographischen Untersuchungsergebnisse sind in der nachfolgenden
Tabelle in den Altersgruppen, wie sie auch bei den elektrokardiologischen
Untersuchungen verwendet wurden, zusammenfassend dargestellt.
Messungen der rechtsatrialen Diameter und Flächen wurden nicht durchgeführt, da
diese im Mausmodell generell kaum etabliert sind und aufgrund der oft großen
Veränderungen der linken Atrien bei den Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen
eine verlässlich identische Schnittebene nur bei wenigen transgenen Mäusen zuließ.
111
Ergebnisse
Tabelle 8: Echokardiographieergebnisse ausgewählter Parameter
von Gα
αq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT in den Altersgruppen < 12 Wochen und > 12 Wochen
Die Werte werden angegeben als Mittelwert ± Standardfehler. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante
Unterschiede zwischen den Genotypen (post-hoc Student`s T test p<0,05).
HF: Herzfrequenz, LAd/ LAs: Durchmesser des linkes Atriums in der Diastole/ Systole, LA FS:
Verkürzungsfraktion des linken Atriums, LA lav d/LA lav s: diastolische/systolische Fläche des linken
Atriums, LA lav FS: Verkürzungsfraktion des linken Atriums ermittelt anhand der diastolischen und
systolischen Flächen, MV E Punkt: höchster Punkt der E-Welle im Mitraldoppler, MV A Punkt:
höchster Punkt der A-Welle im Mitraldoppler, IVSd: Durchmesser des Interventrikulären Septums in
der Diastole, LVEDd/LVEDs: linksventrikulärer Durchmesser diastolisch/systolisch, FS:
Ventrikelverkürzungsfraktion, EF: linksventrikuläre Auswurffraktion, Ao Vmax: maximale
Geschwindigkeit des Aortendopplers, HZV: Herzzeitvolumen, Vcf: zirkuläre Faserverkürzung, LVMasse: errechnete Masse des linken Ventrikels, TV: präsystolischer Durchmesser der
Trikuspidalklappe, RVDd: diastolischer rechtsventrikulärer Diameter in der Längsachsenansicht, RVd
lav / RVd sav: diastolische Fläche des rechten Ventrikels gemessen im Längsachsenansicht/
Querachsenansicht, RVdV: errechnetes rechtsventrikuläres diastolisches Volumen nach Wübbeling.
112
Ergebnisse
< 12 Wochen
> 12 Wochen
Parameter
WT
Gαq TG
WT
Gαq TG
Körpergewicht (g)
25,0±1
27,9±1
32,2±1,8#
32,2±1,6
HF(Schläge/min)
417±7
368±27
495±19#
434±28
LAd (mm)
1,15±0,03
1,66±0,14*
1,74±0,20# 2,29±0,15*#
LAs (mm)
0,76±0,06
1,22±0,15*
1,26±0,15# 1,87±0,15*#
LA FS (%)
33±4
22±2*
28±2
LA lav d (mm²)
2,95±0,36
10,74±1,18* 2,93±0,30
7,12±0,79*#
LA lav s (mm²)
2,13±0,36
9,03±1,30*
2,01±0,13
5,57±0,75*#
LA lav FS (%)
29±5
17±4
30±4
22±2
MV E Punkt (cm/s) 69,8±3,6
67,7±8,3
75,4±2,6
80,7±9,1
MV A Punkt (cm/s) 47,4±4,1
46,5±6,7
42,2±7,9
50,0±6,8
IVSd (mm)
0,81±0,01
0,86±0,03
0,90±0,06
0,88±0,03
Ventrikel LVEDd (mm)
3,75±0,17
4,04±0,17
4,16±0,47
3,92±0,15
LVEDs (mm)
2,45±0,15
2,83±0,20*
2,43±0,19
2,74±0,14
FS (%)
35±2
30±2*
40±3
30±1*
EF (%)
64±2
56±3*
69±4
58±2*
Ao Vmax (cm/s)
78,2±3,6
76,3±4,5
68,1±3,8
65,7±5,0
HZV (ml)
12±1
11±2
16±1#
12±1*
Vcf (circ/s)
5,2±0,3
4,3±0,5
8,1±1,1#
5,4±0,4
55,0±4,4
88,3±11,1
63,3±3,7
Atrium
korigiert Vcf (circ/s) 62,9±3,9
19±1*
LV Masse (mg)
113,1±11,0 129,1±7,2
155,5±35,5 129,1±8,3
TV (mm)
1,74±0,02
1,95±0,07*
1,84±0,06
1,79±0,11
RVDd (mm)
1,86±0,06
2,04±0,14
1,83±0,06
2,05±0,08
RVd lav (mm²)
5,60±0,27
6,26±0,23
4,56±0,24# 5,58±0,14*#
RVd sav (mm²)
4,86±0,40
6,73±0,38*
4,51±0,31
6,19±0,37*
RVdV (µl)
0,09±0,02
0,12±0,01
0,07±0,05
0,12±0,16*
113
Ergebnisse
4.4 Gravimetrie
Das Herzgewicht und das Gewicht beider Vorhöfe Gαq-Protein überexprimierender
Mäuse war signifikant erhöht gegenüber den WT (Herzgewicht (mg) 166,4±6,4 vs.
213,3±9,6, WT n=25, Gαq TG n=38, LA-Gewicht (mg) 6,4±0,4 vs. 21,3±4,6, WT n=
13, Gαq TG n=21, RA-Gewicht (mg) 5,7±0,5 vs. 23,1±6,6, Werte der WT jeweils
zuerst genannt, WT n= 13, Gαq TG n=21, Mann-Whitney-U-Test, p<0,05).
Um das Herzgewicht verschieden großer und schwerer Tiere miteinander in Relation
zu setzen, wurden das Herzgewicht insgesamt sowie die Gewichte der einzelnen
Herzkammern bezogen auf das Körpergewicht ermittelt. Auch hier war die
Herzgewicht/Körpergewicht-Ratio,
die
LA/Körpergewicht-Ratio
und
die
RA/Körpergewicht-Ratio signifikant gegenüber den Wildtypen erhöht, während die
RV-und LV- Ratio sich nicht zwischen den Genotypen unterschied (s. Abb.52 und
53).
114
Ergebnisse
(mg/g)
Herzgewicht/Körpergewicht-Ratio
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
□ WT ■ GαqTG
*
*
*
25
31
Abbildung 53: Ratio von Herzgewicht und Körpergewicht Gα
αq-Protein überexprimierender
Mäuse und WT
Dargestellt ist die Herzgewicht-Körpergewicht-Ratio von 25 WT (weißer Balken) und 31 Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen (schwarzer Balken). Die Ratio ist bei den transgenen Tieren erhöht. Die
Werte werden angegeben als Mittelwert ± Standardfehler. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante
Unterschiede zwischen den Genotypen (Mann-Whitney-U-Test p<0,05).
115
Ergebnisse
Herzkammergewicht/Körpergewicht-Ratio
4,5
4,0
□ WT ■ GαqTG
(mg/g)
3,5
3,0
2,5
2,0
1,5
*
*
1,0
0,5
0,0
RA:KG-Ratio LA:KG-Ratio RV:KG-Ratio LV:KG-Ratio
Abbildung 54: Ratio von RA-Gewicht, LA-Gewicht, RV-Gewicht und LV-Gewicht Gα
αq-Protein
überexprimierender Mäuse und WT
Dargestellt ist die RA-Gewicht/Körpergewicht-Ratio, die LA-Gewicht/Körpergewicht-Ratio, die RVGewicht/Körpergewicht-Ratio und die LV-Gewicht/Körpergewicht-Ratio von 13 Wildtypen (weißer
Balken) und 20 Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen (schwarzer Balken), mit einem
durchschnittlichen Alter von 19 Wochen. Die RA-Gewicht/Körpergewicht-Ratio und die LAGewicht/Körpergewicht-Ratio sind bei den transgenen Tieren erhöht. Die Werte werden angegeben
als Mittelwert ± Standardfehler. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den
Genotypen (Mann-Whitney-U-Test p<0,05).
Die anhand der Echokardiographie ermittelten Werte der LV Masse konnten durch
die gravimetrischen Untersuchungen gut belegt werden. Letztere fielen durchweg
geringgradig niedriger aus, als in der Echokardiographie; multipliziert man die in der
Echokardiographie erhobenen Werte jedoch jeweils mit dem Faktor 0,9, so ergaben
sich fast identische Werte (s. Tabelle 9). Statistisch unterscheiden sich schon die
Ausgangswerte nicht voneinander (post-hoc Student`s T test p>0,05).
116
Ergebnisse
Tabelle 9: Vergleich der LV Masse von Gα
αq-Protein überexprimierenden Mäusen und WT in der
Altersgruppen < 12 Wochen ermittelt per Echokardiographie und Gravimetrie
Die Werte werden angegeben als Mittelwert ± Standardfehler. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante
Unterschiede zwischen den Genotypen (post-hoc Student`s T test p<0,05).
< 12 Wochen
WT
Gαq TG
LV Masse (mg)
Echokardiographie
Gravimetrie
Echokardiographie
(ohne x 1,055)
Echokardiographie (optimaler Faktor, x 0,9)
113,1±11,0
129,1±7,2
93,6±11,1
112,5±4,3
107,2±11,0
122,4±6,8
96,5±10,0
110,2±6,1
Auch beim Vergleich der Herzgewichte wurden zusätzlich transgene symptomatische
Mäuse (also Tiere, die zuvor Episoden von VHF zeigten) mit asymptomatischen
verglichen.
Die
absoluten
Herzgewichte
waren
bei
den
Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen mit AF höher als bei den Wildtypen, nicht aber bei den
Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen ohne AF. Die Herzgewichte der Mäuse
mit AF waren außerdem höher als bei denen ohne AF (s. Abb. 54).
117
Ergebnisse
Herzgewichte
300
I¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯
250
*¯¯¯¯¯¯¯¯¯I
I¯ ¯ ¯ ¯ * ¯ ¯ ¯ ¯ I
(mg)
200
150
100
50
25
17
20
WT
GαqTG ohne VHF
GαqTG mit VHF
0
Abbildung 55: Herzgewichte Gαq TG ohne VHF, Gαq TG mit VHF und WT
Dargestellt sind die Herzgewichte von 25 WT (weißer Balken) 17 Gαq-Protein überexprimierenden
Mäusen, bei welchen zuvor kein VHF dokumentiert wurde (grauer Balken) und 20 Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen, die zuvor VHF zeigten (schwarzer Balken). Das durchschnittliche Alter
lag bei 18 Lebenswochen. Die Herzgewichte sind bei den transgenen Mäusen mit VHF am höchsten
und auch gegenüber den transgenen Mäusen ohne VHF erhöht. Die Werte werden angegeben als
Mittelwert ± Standardfehler. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den
Gruppen (Mann-Whitney-U-Test p<0,05).
Auch hier wurde, um die Ergebnisse besser vergleichen zu können, das Herzgewicht
sowie das Gewicht der einzelnen Herzkammern zum Körpergewicht in Relation
gesetzt. Die Herzgewicht/Körpergewicht-Ratio, die RA/Körpergewicht-Ratio und die
LA/Körpergewicht-Ratio waren bei den Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen mit
VHF signifikant erhöht gegenüber den WT, nicht aber die der transgenen Mäuse
ohne VHF. Die Gewichtszunahme betraf also vor allem die transgenen Tiere mit VHF
und hier vor allem die Vorhöfe (s. Abb. 55 und 56).
118
Ergebnisse
(mg/g)
Herzgewicht/Körpergewicht-Ratio
25
20
17
WT
GαqTG ohne VHF
GαqTG mit VHF
Abbildung 56: Ratio von Herzgewicht und Körpergewicht Gαq TG ohne VHF, Gαq TG mit VHF
und WT
Dargestellt ist die Herzgewicht-Körpergewicht-Ratio von 25 Wildtypen (weißer Balken) 17 Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen, bei welchen zuvor kein VHF dokumentiert wurde (grauer Balken) und 20
Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen, die zuvor VHF zeigten (schwarzer Balken). Das
durchschnittliche Alter lag bei 18 Lebenswochen. Die Ratio ist bei den symptomatischen transgenen
Mäusen am höchsten. Die Werte werden angegeben als Mittelwert ± Standardfehler. Sternchen (*)
kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Gruppen (Mann-Whitney-U-Test p<0,05).
119
Ergebnisse
Herzkammergewicht/Körpergewicht-Ratio
(mg/g)
WT
GαqTG ohne VHF
GαqTG mit VHF
Abbildung 57: Ratio von RA-Gewicht, LA-Gewicht, RV-Gewicht und LV-Gewicht Gα
αq-Protein
überexprimierender Mäuse mit VHF, ohne VHF und WT
Dargestellt ist die RA-Gewicht/Körpergewicht-Ratio, die LA-Gewicht/Körpergewicht-Ratio, die RVGewicht/Körpergewicht-Ratio und die LV-Gewicht/Körpergewicht-Ratio von 25 WT (weißer Balken)
17 Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen, bei welchen zuvor kein VHF dokumentiert wurde
(grauer Balken) und 20 Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen, die zuvor VHF zeigten (schwarzer
Balken). Das durchschnittliche Alter lag bei 18 Lebenswochen. Die Ratio ist jeweils bei den
transgenen Mäusen mit VHF am höchsten, wobei die Unterschiede im Bereich der Ventrikel nicht
signifikant sind. Im Bereich der Vorhöfe gibt es deutliche Unterschiede zwischen transgenen Mäusen
und WT, die zwischen Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen mit VHF und WT signifikant sind. Die
Werte werden angegeben als Mittelwert ± Standardfehler. Sternchen (*) kennzeichnen signifikante
Unterschiede zwischen den Gruppen (Mann-Whitney-U-Test p<0,05).
120
Ergebnisse
4.5 Thromben
Bei der Sektion Gαq-Protein überexprimierender Herzen wurde regelmäßig
thrombotisches Material in den Vorhöfen gefunden (s. Abb. 57).
WT
Gαq TG
Gαq TG symptomatisch
Abbildung 58: Ventrale Herzansicht Gα
αq-Protein überexprimierender Mäuse mit atrialen
Thromben ohne atriale Thromben und eines WT-Herzens im Vergleich
Dargestellt ist links die Facies auricularis eines WT-Herzens, mittig die eines asymptomatischen
transgenen Herzens und rechts die von vier Gαq-Protein überexprimierenden Herzen mit atrialen
Thromben entnommen im Alter von 15 bis 16 Wochen. Schon makroskopisch ist eine Vergrößerung
der Herzen insgesamt sowie der Vorhöfe im Vergleich zum WT erkennbar.
Die linken Vorhöfe zeigten bei 23 von 69 sezierten Herzen Thromben, im Gegensatz
zu 0 von 43 WT (33%, Fisher´s exact Test, p<0,05). Transgene Mäuse mit zuvor
dokumentiertem paroxysmalem VHF zeigten zu 48% Thromben (11 von 26 GαqProtein überexprimierender Herzen mit AF vs. 0 von 43 WT, Fisher´s exact Test
p<0,05).
Die transgenen Mäuse, die VHF entwickelten, waren auch die, die
Thromben im linken Atrium aufwiesen (11 von 26 transgenen Herzen mit VHF vs. 6
von 43 ohne VHF, Fisher´s exact Test, p<0,05, s. Abb. 58).
121
Ergebnisse
Sektion
I¯ ¯
*¯¯I
23
23
69 GαqTG
43 WT
I¯ ¯ ¯
6
*¯¯¯I
11
■ Thromben
Kein VHF (n=43)
VHF (n=26)
Abbildung 59: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von Thromben bei Gα
αq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT während der Sektion
Es ist graphisch die Häufigkeit des Auftretens von Thromben während der Sektion Gαq-Protein
überexprimierender Herzen (rechts) und WT-Herzen (links) dargestellt. Insgesamt wurden 43 WT und
69 transgene Tiere untersucht. Wiederum wurde in Gαq TG mit VHF (unten rechts) und Gαq TG ohne
VHF (unten links) unterteilt. Die schwarze Fläche kennzeichnet den Anteil der Mäuse, die
thrombotisches Material im linken Vorhof aufwiesen. Sternchen(*) kennzeichnen signifikante
Unterschiede zwischen den jeweiligen Gruppen (Fisher´s exact Test p<0,05).
122
Ergebnisse
Auch
während
der
echokardiographischen
Untersuchungen
zeigten
sich
Thrombenformationen in den Vorhöfen der Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse
(10 von 21 vs. 0 von 18 WT-Herzen, Fisher´s exact Test p<0,05, s. Abb. 59, 60, 61).
Thrombus
Gαq TG
WT
1 mm
Thrombus
RV
RV
RA
Ao
LV
RA
Ao
LV
LA
LA
Abbildung 60: Beispielhafte echokardiographische Längsachsenansicht des Herzens einer
Gα
αq-Protein überexprimierenden Maus mit Thrombusformation im rechten Vorhof und eines
WT
Unterhalb der echokardiographischen Abbildung sind skizzenhaft die einzelnen Herzkammern
beschriftet.
123
Ergebnisse
WT
Gαq TG
Thrombus
1 mm
RV
RV
LV
LA
LV
Thrombus
Abbildung 61: Beispielhafte echokardiographische Querachsenansicht des Herzens einer Gα
αqProtein überexprimierenden Maus mit Thrombusformation im linken Vorhof und eines WT
Unterhalb der echokardiographischen Abbildung sind skizzenhaft die einzelnen Herzkammern
beschriftet. Aufgrund der Größe des linken Vorhofs der transgenen Maus, ist in der standardisierten
Querachsenansicht zusätzlich zu den Ventrikeln auch dieser sichtbar.
124
Ergebnisse
.
Echokardiographie
I¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯ ¯
*
¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯¯I
10
■ Thromben
18 WT
21 GαqTG
Abbildung 62: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von Thromben bei Gα
αq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT während der Echokardiographie
Es ist graphisch die Häufigkeit des Auftretens von Thromben während der Echokardiographie GαqProtein überexprimierender Herzen (rechts) und WT-Mäusen (links) dargestellt. Insgesamt wurden 18
WT und 21 trangene Tiere eingehend auf Thromben untersucht. Die schwarze Fläche kennzeichnet
den Anteil der Mäuse, die thrombotisches Material im linken Vorhof aufwiesen. Sternchen(*)
kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Genotypen (Fisher´s exact Test p<0,05).
4.6 Überlebensstatistik
Beim Vergleich der Überlebensraten Gαq-Protein überexprimierender Mäuse und
WT zeigt sich, dass die WT signifikant länger überleben (s. Abb. 62, Log Rank Test
p<0,05). Betrachtet wurden bei dieser Statistik ausschließlich Tiere, die spontan
verstarben, ohne dass in den vorangehenden Tagen Untersuchungen an ihnen
durchgeführt wurden. Die Hälfte der betrachteten transgenen Mäuse verstarb bereits
bis zu einem Alter von 30 Lebenswochen, während die Hälfte der WT-Tiere über 50
Wochen alt wurden. Mit einem Jahr waren hingegen 80% der Gαq-Protein
überexprimierenden Mäuse verstorben. Die mittlere Lebenserwartung lag in der WTPopulation bei 54±3 Lebenswochen. Im Vergleich dazu wurden die transgenen Tiere
durchschnittlich 34±5 Wochen alt, was einem Prozentsatz von 63% entspricht.
125
Ergebnisse
*
Abbildung 63: Vergleich der Überlebenszeiten Gα
αq-Protein überexprimierender Mäusen und
WT
Es sind graphisch die Kaplan-Meier-Kurven zum kumulativen Überleben der Gαq-Protein
überexprimierenden Mäuse (rote Linie) und der WT (blaue Linie) dargestellt. In die Statistik fließen 14
WT und 12 transgene Mäuse ein. Die transgenen Mäuse versterben signifikant früher als die WT.
Sternchen(*) kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Genotypen (Log Rank Test
p<0,05).
Zusätzlich wurden die Überlebensfunktionen von transgenen Mäusen mit zuvor
dokumentiertem VHF und solchen ohne Episoden von VHF und transgener Tiere mit
Thromben und ohne Thromben verglichen. Hier bestanden in dieser Kohorte keine
signifikanten Auffälligkeiten.
126
Diskussion
5 Diskussion
5.1 Methodik
Durch die Untersuchung Gαq-Protein überexprimierender Mäuse konnte die
funktionelle
Bedeutung
des
Gαq-Proteins
und
somit
des
Gq-gekoppelten
Signaltransduktionsweges bei der Entstehung atrialer Arrhythmien, im Speziellen von
VHF bestärkt werden. Die elektrophysiologischen und funktionellen in vivo
Auswirkungen der Überexpression von kardialem Gαq-Protein wurden in der
vorliegenden
Arbeit
mit
Hilfe
elektro-
und
echokardiographischer
in
vivo
Untersuchungen näher charakterisiert.
5.1.1 Mausmodell
Die Ergebnisse dieser Arbeit wurden mit einem transgenen Mausmodell erarbeitet
und können nicht ohne Einschränkungen auf den Menschen und andere Tierarten
übertragen werden, da einige erhebliche Unterschiede zwischen dem Herzen der
Maus und den Herzen dieser bestehen (LONDON, 2001, LONDON et al., 2003).
Dennoch
können
sie
als
Grundlage
genutzt
werden,
um
fundamentale
Mechanismen, die durchaus auf andere Arten übertragbar sind, und die Entstehung
bestimmter Erkrankungen zu erforschen (GERULL et al. 2004). Mausmodelle können
auch zielgerichtet generiert werden, um bestimmte Genmutationen, die bei
Erkrankungen vorliegen, zu imitieren und die Entdeckungen hinsichtlich dieser
Krankheitsbilder zu stützen und zu erweitern. Allerdings sind die Mausmodelle häufig
auf eine einzige Genmutation beschränkt, während ein Erkrankungsbild durchaus
von verschiedenen Mutationslokalisationen ausgelöst werden kann (GERULL et al.,
2004). Auch kann es sein, dass bei einer Mutation die Penetranz des
Erkrankungsbildes unterschiedlich ist (GERULL et al., 2004). So kann selbst bei
einer gleichen Mutationslokalisation eine unterschiedliche individuelle Ausprägung
des Phänotyps vorliegen (SYRRIS et al., 2006). Trotzdem werden transgene Mäuse
gern genutzt, um zum Beispiel kardiale Arrhythmien zu erforschen, da neben guten
127
Diskussion
Haltungs-und Zuchtmöglichkeiten eine einfache Manipulierbarkeit des Mausgenoms
möglich ist (LONDON, 2001).
Auch, um die molekularen Signalwege, die das Auftreten von VHF begünstigen zu
entschlüsseln, wurden einige transgene Mausmodelle entwickelt und erforscht (XIAO
et al., 2004, VERHEULE et al., SABA et al., 2005, 2004, ADAM et al., 2007, REIL et
al. 2010, KIRCHHOF et al., 2011, s. auch S.11). Oft tritt VHF, wie unter
physiologischen Bedingungen bei Mensch und Tier auch, dabei im Zusammenhang
mit Kardiomyopathien oder strukturellen Herzerkrankungen auf (FINET et al., 2009).
Dies erschwert zunächst die Interpretation der Ergebnisse, spiegelt aber die
physiologische Situation, wie sie im Klinikalltag vorliegt, gut wieder. Auch in dem,
dieser Arbeit zugrundeliegenden Mausmodell der Gαq-Protein überexprimierenden
Mäuse, tritt neben den atrialen Veränderungen und dem
VHF eine im
unterschiedlichen Ausmaß ausgeprägte Herzinsuffizienz auf. Allerdings scheint sich
in diesem Mausmodell der atriale Phänotyp eher zu entwickeln und stärker
ausgeprägt zu sein als der ventrikuläre. Darauf deuten sowohl gravimetrische
Untersuchungen als auch die Vermessung der EKG-Intervalle hin. Die vorliegenden
Daten müssen dennoch kritisch betrachtet werden. Sie können als Ausgangspunkt
für weitere Forschungen gesehen werden.
5.1.2 Elektrokardiographie
Für die elektrokardiographischen Untersuchungen wurden 6-Kanal-OberflächenEKGs und einkanalige EKGs nicht sedierter, sich frei bewegender Tiere erstellt.
Diese Methode der telemetrischen EKG-Aufzeichnung und die dafür notwenidige
Implantation eines Radiotransmitters sind vielfach beschrieben, validiert und etabliert
in verschiedenen Mausmodellen (KRAMER et al., 1993, ZWIENER, 2006, LIEBIG,
2008, Kirchhof et al., 2011). Beide Methoden zeigen verschiedene Vor- und
Nachteile, die im Folgenden beschrieben werden:
Das Erstellen eines Oberflächen- EKGs ist nichtinvasiv und aufgrund der reduzierten
Muskelaktivität unter Isoflurananästhesie wenig durch Artefakte belastet. Außerdem
ist die Methode durch die sechs Extremitäten-Ableitungen gut charakterisiert. Der
128
Diskussion
Einsatz von Anästhetika und die Wahl des Anästhetikums hat jedoch Einfluss auf die
normale Herzaktivität, insbesondere auf die Herzfrequenz der Mäuse (CHAVES et
al., 2003). Im Rahmen dieser Arbeit wurden unterschiedliche Anästhetika verwendet:
Ketamin/Xylazin, Urethan und Isofluran (Injektions-und Inhalationsanästhetika).
Die Anästhesie mit einem Gemisch aus Ketamin/Xylazin, wie sie auch oft in der
Kleintierpraxis Verwendung findet, wirkt kardiodepressiv und die Herzfrequenz sinkt
deutlich ab (ROTH et al., 2002). Unter Urethannarkose zeigen die Mäuse eine
deutlich höhere Herzfrequenz und eine sehr tiefe Narkose. Diese Anästhesie wurde
aufgrund dessen nur für Terminalversuche angewendet. Zumeist wurden die EKGs
unter Isofluran-Inhalationsnarkose geschrieben, welche sich, wie die Anästhesie mit
Ketamin/Xylazin, kardiodepressiv auswirkt. Die Herzfrequenz sinkt jedoch nicht in
dem Maße ab, wie unter Ketamin/Xylazin-Einfluss. Durch die Inhalationsmethode
und eine zusätzliche optimale Temperaturkontrolle während der Narkose, konnte die
Herzfrequenz auf einem befriedigenden Niveau konstant gehalten werden und war
somit auch gut vergleichbar in den einzelnen Versuchsgruppen.
Eine weitere Einschränkung besteht darin, dass die Aufzeichnung eines EKGs unter
Narkose es nur erlaubt einen beschränkten Zeitraum zu dokumentieren und
analysieren, der bei den Mäusen meist auf eine Periode von höchstens 15 Minuten
begrenzt war, damit die Versuchsbedingungen stabil und vergleichbar blieben.
Beim telemetrischen EKG hingegen kann der Einfluss der Anästhetika ausgeschaltet
werden und die Herzaktivität der Tiere kann über Tage und sogar Wochen hinweg
lückenlos dokumentiert werden. Dabei werden physiologische EKGs sich frei
bewegender Tiere aufgezeichnet (KRAMER et al., 1993). So können wesentlich
längere Dokumentationen erfolgen, was insbesondere für das Erkennen von
Arrhythmien, wie in dieser Arbeit von periodisch auftretendem VHF, vorteilhaft ist. Es
können analog zum 24-Stunden- und Belastungs-EKG beim Menschen die EKGAktivität in Ruhe und unter Belastung im Rahmen definierter physiologischer
Protokolle aufgezeichnet werden. Zwar brauchen die Tiere nach der invasiven
Prozedur der Transmitterimplantation einige Tage zur Rekonvaleszenz und es kann
eventuell zu Druck-und Volumenveränderungen im Thorax kommen, die Methode ist
allerdings für experimentelle Untersuchungen an Mäusen etabliert und validiert
129
Diskussion
(KRAMER et al., 1993). Eine Einschränkung besteht allerdings in der begrenzten
Versuchstierzahl, die durch tierschutzrelevante Gesichtspunkte aufgrund der
invasiven Methode sowie durch die räumlichen Beschränkungen aufgrund des
Versuchsaufbaus bestimmt wird. Andererseits ist es gut möglich, Verlaufsstudien an
einem Tier sowie an bereits älteren Tieren ohne erhöhtes Narkoserisiko
durchzuführen
und
vergleichen.
Zur
die
unterschiedlichen
Ausnutzung
der
Untersuchungen
verschiedenen
miteinander
Vorteile
zu
beider
Untersuchungsmethoden und zur gegenseitigen Kontrolle, wurden die Methoden des
Oberflächen- und des telemetrischen EKGs kombiniert angewandt. Außerdem sollten
so die Hypothesen überprüft werden, ob Anästhesie generell, sowie die Wahl
bestimmter Anästhetika, Einfluss auf das Auftreten von VHF im vorliegenden
Mausmodell haben.
5.1.3 Echokardiographie
Für die echokardiographischen Studien dieser Arbeit wurde eine IsofluranInhalationsanästhesie
gewählt.
Diese
stellt
für
echokardiographische
Untersuchungen der Maus das Mittel der Wahl dar (CHAVES et al., 2001, ROTH et
al., 2002). Zum einen hat das Anästhetikum einen geringen Einfluss auf die
Herztätigkeit, zum anderen sind die Ergebnisse besser reproduzierbar, als bei
Verwendung von Injektionsanästhetika. Dies belegen auch die Versuchsergebnisse
dieser Arbeit im Vergleich Oberflächen-EKG versus Echokardiographie, die beide
unter Isoflurananästhesie und somit unter vergleichbaren Versuchsbedingungen zu
gleichen prozentualen Werten des Auftretens von VHF kamen.
Neben der echokardiographischen Messung der Durchmesser des linken Vorhofes
während der Diastole und der Fläche des linken Vorhofes in der Diastole wurden
beide Parameter systolisch bestimmt, was die Ermittlung einer linksatrialen
Verkürzungsfraktion ermöglichte. Dies ist bei der Maus meines Wissens in der
Literatur bisher den Diameter betreffend nur in unserer eigenen Arbeitsgruppe
(FABRITZ et al., 2010, KIRCHHOF et al., 2011) und die atriale Flächen-FS
130
Diskussion
betreffend
nicht
dokumentiert.
Es
wurde
der
Vorhof
in
parasternaler
Längsachsenansicht des Herzens zum Zeitpunkt der größten (endsystolisch) und der
geringsten (enddiastolisch) Ausdehnung vermessen. Die Technik erwies sich als bei
der Maus gut anwendbar. Die Methode erlaubte nichtinvasive, serielle Messungen,
die den Innendurchmesser und die Innenfläche des linken Vorhofes erfassen.
Durch parallele gravimetrische Untersuchungen an den entnommenen Herzen
derselben Tiere war es möglich, die echokardiographisch erhobenen Daten direkt zu
überprüfen und zu validieren. Es stellte sich eine sehr gute Vergleichbarkeit heraus
(s. auch S.116). Der Vergleich zu Vorhofgrößen bei den Wildtypgeschwistertieren in
verschiedenen Altersgruppen, bei denen die Vorhofgröße nur bedingt zunahm,
konnte zusätzlich der Kontrolle der Reproduzierbarkeit der Messungen dienen.
5.2 Versuchsergebnisse
5.2.1 Zusammenfassung
Die kardiale Überexpression des Gαq-Proteins bewirkte bei sedierten Mäusen sowie
im telemetrischen EKG ohne Anästhesie eine Verlängerung der PQ-Intervalle und
der P-Wellen-Dauer. In der Telemetrie zeigten die transgenen Mäuse außerdem
unter medikamenteller ß-adrenerger und muskarinerger Stimulation sowie im HotAirjet-Stress-Test
vermehrte
ventrikuläre
und
atriale
Extrasystolen.
Die
Herzfrequenzen der Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse waren unter Narkose
mit Isofluran im Vergleich zu den WT erniedrigt. Im wachen Zustand zeigte sich ein
solcher Unterschied nur während aktiver Phasen, wie psychischer und physischer
Belastung
durch
den
Airjet-Stress-Test.
In
den
Ruhephasen
waren
die
Herzfrequenzen beider Genotypen identisch.
Ebenfalls im sedierten sowie wachen Zustand zeigten die transgenen Mäuse
paroxysmales VHF, welches überwiegend sehr kurze Zeiträume von wenigen
Sekunden bis Minuten betraf. Das Risiko VHF zu entwickeln stieg mit dem Alter an
131
Diskussion
und unter Isoflurannarkose waren männliche Individuen mit einer höheren
Wahrscheinlichkeit betroffen als weibliche.
Vergleicht man das Auftreten von VHF unter Anästhesie mit dem bei sich frei
bewegenden Mäusen, so ist die Wahrscheinlichkeit, dieses zu dokumentieren,
größer unter Isoflurannarkose. Auch waren die VHF-Episoden unter Anästhesie mit
Dauer von einigen Minuten signifikant länger als bei sich frei bewegenden
transgenen Tieren, wo es durchschnittlich nur wenige Sekunden bestehen blieb.
Echokardiographisch zeigten sich die linken Vorhöfe vergrößert und in ihrer Funktion
eingeschränkt. Die Veränderungen waren ausgeprägter bei transgenen Tieren, die
vor der Messung bereits Episoden von VHF gezeigt haben, als bei Tieren, bei denen
zuvor nie VHF auftrat.
Trotz der kurzen nicht anhaltenden Perioden von VHF in diesem Mausmodell,
wiesen die Herzen der Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse bei der Sektion und
der echokardiographischen Untersuchung vermehrt Thromben im linken Vorhof auf.
Wiederum waren die Tiere mit zuvor dokumentiertem VHF eher betroffen als Tiere,
die bei vorherigen Untersuchungen nie VHF zeigten.
5.2.2 Atriale Arrhythmien
Durch die Stimulierung des kardialen Gαq-Signaltransduktionsweges kam es im
untersuchten
Mausmodell
unter
Oberflächenanästhesie
und
bei
sich
frei
bewegenden Mäusen zu überwiegend kurzen Episoden von VHF. Das Auftreten von
VHF bei Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen unter Anästhesie, in diesem Fall
unter Pentobarbitalanästhesie, wurde 2009 von HIROSE et al. beschrieben und
konnte in dieser Arbeit, hier unter Einfluss verschiedener Anästhetika, hauptsächlich
unter Isofluran, bestätigt werden.
Dass VHF auch bei sich frei bewegenden Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen
ohne Narkose auftritt, wurde anhand der eingehenden Untersuchungen im
telemetrischen EKG in dieser Arbeit erwiesen. Es wurden 20 transgene Mäuse im
Vergleich zu 11 WT über einen Zeitraum von bis zu 4 Monaten untersucht. Dabei
wurden sowohl atriale wie auch ventrikuläre Arrhythmien dokumentiert, analysiert
132
Diskussion
und näher charakterisiert. Es wurden u.a. das Auftreten von Thromben,
echokardiographische
Veränderungen
und
Sterblichkeit
der
Population
in
Zusammenhang mit dem Auftreten von VHF gebracht.
Das Auftreten von VHF im telemetrischen EKG konnte im Mausmodell bisher noch
nicht häufig belegt werden und stellt einen wichtigen Beweis zum Erscheinen der
Arrhythmie ohne Einfluss von Anästhetika und unter für eine Labormaus
physiologischen Bedingungen dar. Auch kann ein solches Ausschalten von
Störfaktoren den tatsächlichen Zusammenhang des Auftretens von VHF mit der
zugrundeliegenden genetischen Veränderung, in diesem Fall einer kardialen mit
Gαq-Protein- Überexpression, untermauern. Bisher wurde VHF im telemetrischen
EKG im Mausmodell mit Überexpression von ACE (XIAO et al., 2004), TNFá (SABA
et al., 2005) und CREM (MUELLER et al., 2005, KIRCHHOF, 2011) beobachtet.
Bei HIROSE et al. (2009) wurden 11 transgene Tiere im Vergleich zu 10 WT unter
Anästhesie im Alter von 34 bzw. 36 Lebenswochen untersucht, von denen 5
transgene Mäuse VHF zeigten.
Eine nähere Charakterisierung der Bedingungen
unter denen VHF auftritt, wie Altersstruktur, Geschlechtsspezifität oder Dauer der
Arrhythmien, wie sie in dieser Arbeit angestellt wurde, war allerdings nicht Ziel der
Studie. Es wurde vielmehr eine Doppelmutante generiert, die zusätzlich zur
Überexpression von kardialem Gαq-Protein auch das Enzym Diazylglycerolkinase ζ
kardial überexprimiert (HIROSE et al., 2009). Die bei den Gαq-transgenen Mäusen
auftretenden elektrophysiologischen Veränderungen sowie das Auftreten von
Arrhythmien konnte somit weitestgehend rückgängig gemacht werden (HIROSE et
al., 2009). DAG als Produkt der verstärkten Hydrolyse von PIP2 scheint also ein
zentraler Mediator für atriales arrhythmogenes Remodeling in diesem Mausmodell zu
sein.
Zum einen aufgrund der erhöhten DAG-Konzentration, die membrangebundene
Calciumkanäle öffnet, und einem vermehrten spontanen Freisetzen von Ca2+- Ionen
aus den intrazellulären Speichern aufgrund erhöhter IP3–Spiegel zum anderen,
kommt es zu einer unkontrollierten erhöhten intrazellulären Calciumkonzentration.
Daraus resultieren so genannte Ca2+-Sparks, die eine Depolarisation des zellulären
133
Diskussion
Membranpotentials und somit ektope Erregungen hervorrufen können. Diese
wiederum begünstigen das Auftreten von VHF.
Auch
über
die
Aktivierung
der
PKC
kommt
es
nach
Aktivierung
der
zellmembranständigen NADPH-Oxidase über das kleine GTP-bindende Protein Rac1
und die Bildung reaktiver Sauerstoffspezies (ROS) neben Apoptose und veränderten
Transkriptionsvorgänge wahrscheinlich zur
Ausschleusung von Ca2+ aus den
intrazellulären Speichern. Neben dem erhöhten Risiko für ektope Erregungen bewirkt
die erhöhte intrazelluläre Ca2+ -Konzentration auch einen Na+-Einstrom, was späte
Nachdepolarisationen begünstigen könnte (REIL et al., 2010).
Insgesamt
kommt
es
also
zu
einer
gesteigerten
Arrhythmogenität
der
hypertrophierten atrialen Myozyten. Darüber hinaus könnte die Stimulation des Gqgekoppelten Signaltransduktionsweges zu strukturellem Remodeling des Vorhofs
führen (CUSTODIS et al., 2006, SATOH et al., 2006, REIL et al., 2010).
Die gebildeten ROS erhöhen die atriale Genexpression des Connective Tissue
Growth Factor (CTGF). Dies wiederum führt zu einer gesteigerten Expression von Ncadherin, einem transmembranösen Glykoprotein, das die calciumabhängige ZellZell-Adhäsion vermittelt, und von Connexin 43, das zu den sogenannten Gap
junctions gehört und somit unter anderem für die interzelluläre Erregungsausbreitung
im Myokard verantwortlich ist. Außerdem kommt es zu erhöhter Kollagensynthese
und –sekretion in kardialen Fibroblasten mit resultierender Fibrose (LAVALL, 2009,
REIL et al., 2010).
Die molekulare Pathogenese des VHFs ist jedoch nicht hinreichend untersucht und
wird Gegenstand weiterer Forschung sein. Ein Überblick über die hypothetischen
Mechanismen des atrialen Remodelings und den Einfluss des Gq-gekoppelten
Signaltransduktionsweges ist in Abbildung 63 dargestellt.
134
Diskussion
Ado
NADPH- Oxidase
I
I
TRPC1
PLC
Gq
TRPM4
A1
Gi
-
+
Rac-1
Gs
AC
β
+
2+
MAPK
Ca
cAMP
ATP
PIP2
Transkription
ROS
DAG
PKC
CTGF
IP3
PKA
2+
Ca
Connexin 43
Fibrose
Strukturelles
Remodeling
Vorhofflimmern
Myofilamente
IP3R
N-cadherin
RYR
2+
Ca
2+
Ca
SR
Ca2+
Arrhythmien
Abbildung 64: Vereinfachte Darstellung der hypothetischen Mechanismen des zellulären
kardialen Remodelings und der Folgen der Aktivierung des Gq- gekoppelten
Signaltransduktionsweges
A1: A1 Adenosinrezeptor, A3: A3 Adenosinrezeptor, AC: Adenylatcyclase, CTGF: Connective Tissue
Growth Factor, DAG: Diacylglycerin, IP3: Inositol(1,4,5)- Triphosphat, IP3R: Inositol(1,4,5)Triphosphat-Rezeptor, MAPK: Mitogen-aktivierte Kinasen, PC: Phosphatidylcholin, PIP2:
Phosphatidylinositol(4,5)-Diphosphat, PKA: Proteinkinase A, PKC: Proteinknase C, PLC:
Phospholipase C, PLD: Phospholipase D, ROS: reaktive Sauerstoffspezies, RYR: Ryanodinrezeptor
Bei den systematischen Untersuchungen zum Auftreten von VHF in der vorliegenden
Arbeit konnte zusätzlich gezeigt werden, dass im Mausmodell der Gαq-Protein
überexprimierenden Mäuse das Alter der Tiere einen einflussreichen Faktor auf das
Entstehen von VHF darstellt. So nahm das Risiko, dass die Arrhythmie auftrat, pro
Lebenswoche um den Faktor 1,1 zu.
Bisher wurde zwar von MENDE et al. (1998, 2001) gezeigt, dass die
morphologischen und histologischen Veränderungen am Herzen der Gαq-Protein
überexprimierenden Mäuse mit dem Alter zunehmen und dass sich die Expression
135
Diskussion
einiger, den kardialen Hypertrophie-Signaltransduktionsweg betreffender Enzyme,
altersspezifisch verändert (MENDE et al., 1998, 1999). Eine Alterskorrelation das
Auftreten von atrialen Arrhythmien betreffend wurde hier allerdings nicht untersucht.
Die Tatsache, dass das Auftreten von VHF positiv mit dem Alter korreliert, ist sowohl
in der Humanmedizin, als auch bei Haustierarten wie Hund und Pferd bekannt
(OHMURA et al., 2003, ALLESIE et al., 2001, ANYUKHOVSKY et al., 2002 und
2005, s. auch S. 12 und 20).
Im Mausmodell konnte durch MUELLER et al. (2005) anhand der CREM-Ib∆C-X
transgenen Mäuse dargelegt werden, dass eine Konversion zum VHF im Alter von 8
Wochen begann und in der Altersgruppe von über 16 Wochen bei allen Mäusen
beobachtet werden konnte. Mit 7 Lebenswochen zeigten die transgenen Mäuse SR,
aber bereits Zeichen atrialer Vergrößerung, was als ein Auftreten der atrialen
Arrhythmien in Konsequenz atrialer Dilatation gedeutet werden kann (MUELLER et
al., 2005). Die CREM-transgenen Mäuse zeigten in einem Alter von über 7 Wochen
exponentiell erhöhte Werte an atrialen Extrasystolen und mit 14 Wochen zu 40-50%
zumindest kurze VHF-Episoden. Bei Mäusen über 19 Wochen zeigten sich die
Episoden länger, über eine Minuten lang anhaltend, oder chronisch (KIRCHHOF et
al., 2011). Auch in diesem Mausmodell, welches einen den Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen ähnlichen Phänotyp zeigt, gibt es also eine deutliche
Alterskorrelation (MUELLER et al., 2005). Bei den anderen Mausmodellen, bei denen
VHF spontan auftritt oder induzierbar ist, wurde in der Regel kein Altersverlauf
untersucht, sondern der Schwerpunkt wurde auf vergleichende Studien gelegt. Von
SAMPSON et al. wurde 2008 an einem IKs transgenen Mausmodell ein Vergleich
zwischen verschiedenen Altersstufen und dem Auftreten atrialer Arrhythmien
angestellt, wobei deutlich wurde, dass sowohl die Dauer der Arrhythmien als auch
die Anzahl dieser mit dem Alter deutlich zunahm (SAMPSON et al., 2008). In einem
Mausmodell mit kardialer Überexpression des Tumor-Nekrose-Faktors α (TNF-α)
wird ein Altersvergleich zwischen einer Gruppe von 10 Wochen alten, weiblichen
sowie einer Gruppe von 30 Wochen alten, weiblichen als auch einer Gruppe von 10
Wochen alten, männlichen Tieren beschrieben. Die männlichen transgenen Mäuse
136
Diskussion
zeigten im Vergleich zu den weiblichen beider Altersklassen häufiger Vorhofflattern
und veränderte Intervalle im EKG (SABA et al., 2005).
Neben der zunehmenden Verschlechterung mit dem Alter wird dort ebenfalls ein
geschlechtsspezifischer Unterschied genannt, wie er auch in der vorliegenden Arbeit
zwischen den transgenen männlichen und transgenen weiblichen Tieren besteht. Die
männlichen Tiere zeigen unter Isoflurannarkose signifikant häufiger VHF als die
weiblichen. Ein solcher geschlechtsspezifischer Aspekt ist ebenfalls in der
Humanmedizin sowie in der Veterinärmedizin bei Hunden und Pferden beschrieben
(WESTLING et al., 2008, HOLMES et al., 1969, ELSE und HOLMES, 1971, DEEM
und FREGIN, 1982, REEF et al., 1995).
Diese Arbeit kann den altersspezifischen und auch den geschlechtsspezifischen
Einfluss auf das Auftreten von VHF auch bei Mäusen anhand des Mausmodells der
Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse somit bestätigen.
5.2.3 Phänoptypausprägung
Echokardiographisch bewirkte die Überexpression von kardialem Gαq-Protein im
untersuchten Mausmodell eine bereits im Alter < 12 Wochen ermittelte bei
transgenen
Tieren
auftretende
atriale
Vergrößerung
mit
eingeschränkter
Kontraktionskraft des linken Vorhofs. In vorausgegangenen Studien konnte MENDE
et
al.
(2001)
bereits
größere
linksatriale
Diameter
bei
Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen feststellen. Flächenmessungen und die Bestimmung
einer linksatrialen FS wurden bisher nicht durchgeführt. Eine atriale Vergrößerung
begünstigt das Entstehen von Reentry-Kreisen in den Vorhöfen und stützt somit die
vorherrschende Theorie zum elektrophysiologischen Mechanismus der Entstehung
von VHF. Verdeutlicht wird dieser Zusammenhang noch durch stärker ausgeprägte
funktionelle und morphologische Einschränkungen der Vorhöfe transgener Mäuse,
die zuvor bereits Perioden nicht anhaltenden VHFs gezeigt haben, im Gegensatz zu
denen, die vorhofflimmerfrei waren.
Regelmäßig trat VHF in der vorliegenden Arbeit bei transgenen Mäusen unter
Anästhesie im Alter von 7 Wochen, in der Telemetrie mit > 12 Wochen, also zu
137
Diskussion
einem Zeitpunkt, zu dem bereits erste morphologische Veränderungen festgestellt
werden konnten, auf. Das Auftreten extensiver atrialer Fibrose, wie es bei
Untersuchungen des Mausmodells der Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse
durch MENDE et al. 1998 bereits in einem Alter von 10 Wochen nachgewiesen
werden
konnte
und
eine
dadurch
nicht
homogene
und
verlangsamte
Erregungsleitung, könnten zu Reentry-Prozessen führen und ein Substrat
zum
Entstehen der Arrhythmie bilden. Die elektrophysiologischen Untersuchungen dieser
Arbeit konnten anhand einer Verlängerung der PQ-Zeiten und der P-Wellen bereits in
der Altersgruppe < 12 Wochen diese Ergebnisse unterstreichen.
Aber auch in Mausmodellen mit subtileren cardialen Veränderungen wird VHF
beobachtet. Die transgenen Mäuse im Modell der LQT3 Maus zeigen eine Knock-in
Deletion im kardialen Natriumkanal. Diese Mutation verursacht eine Verlängerung
der QT-Zeit, die im heterogenen Tier zu einem langen QT3-Syndrom führt, wie er
homolog dazu auch beim Menschen bei entsprechender Mutation auftritt. Mit der
Erkrankung wird auch ein erhöhtes Risiko, an VHF zu leiden in Verbindung gebracht
(BENITO et al., 2008). In einer Studie aus dem Jahre 2010 zeigt das Mausmodell
eine geringe aber signifikante Vergrößerung der linken Vorhöfe bei Mäusen im Alter
von mehr als 5 Monaten, verlängerte APDs und PQ-Intervalle, sowie atriale
Arrhythmien
vornehmlich
nach
hochgradigen
Frequenzveränderungen.
Nicht
beobachtet wurden eine auftretende Fibrosierung der atrialen Myozyten oder
veränderte Überleitungszeiten, was gegen ursächliche reentrale Prozesse spricht
(BLANA et al., 2010)
Reentry-Prozesse
alleine
dürften
auch
im
Mausmodell
der
Gαq-Protein
überexprimierenden Mäuse kaum eine ausreichende Erklärung für spontan
auftretendes VHF darstellen (NATELL, 2008).
So wurde eine zusätzliche Beeinflussung der atrialen Veränderungen durch die im
Mausmodell beschriebene kongestive Herzinsuffizienz (MENDE et al., 1998, 1999)
postuliert (NATELL, 2008). Diese könnte den atrialen Ca2+-Einstrom unterstützen,
späte Nachpotentiale (DAD: delayed afterpolarisation) und somit ektope Erregungen
und die Arrhythmogenität des Myokards fördern.
138
Diskussion
In den durchgeführten Studien konnte allerdings gezeigt werden, dass der atriale
Phänotyp mit atrialer Vergrößerung und eingeschränkter linksatrialer Funktion sowie
spontan auftretenden atrialen Tachyarrhythmien dem ventrikulären Phänotyp
vorausgeht. So tritt das VHF unter Anästhesie bereits bei 5 von 7 Mäusen im Alter
von
nur
7
Wochen
auf.
In
dieser
Altersstufe
unterscheiden
sich
die
echokardiographischen Parameter zur ventrikulären Funktion und Morphologie
jedoch noch nicht signifikant von denen der Wildtyp-Geschwistertiere. Ventrikuläre
Wanddicken,
Kontraktionskraft
(ermittelt
anhand
der
linksventrikulären
Verkürzungsfraktion (FS in %)), Herzzeitvolumen, Schlagvolumen, linksventrikuläre
Masse, zirkuläre Faserverkürzung und Ejektionsfraktion des linken Ventrikels, um nur
einige zu nennen, sind allesamt unauffällig. Außerdem sprechen die Ergebnisse der
Intervallmessungen
im
Rahmen
der
elektrokardiologischen
Untersuchungen
ebenfalls für die vorangehende Ausprägung eines atrialen Phänotyps, dem die
Entwicklung ventrikulärer Veränderungen erst im höheren Alter von über 12 Wochen
nachfolgt. So sieht man eine deutliche Verlängerung der PQ-Intervalle und der PWellen-Dauer bereits im Alter < 12 Wochen, während eine für eine eingeschränkte
ventrikuläre Erregungsleitung typische QT-Zeit-Verlängerung im Alter > 12 Wochen
das erste Mal dokumentierbar ist. Dies zeigte sich sowohl unter Anästhesie als auch
bei sich frei bewegenden Tieren in der Telemetrie. Zusätzlich bestärken die
gravimetrisch erhobenen Daten ein solch verzögertes Auftreten der ventrikulären
Auffälligkeiten. Noch in einem durchschnittlichen Lebensalter von 18 Wochen
unterscheiden
sich
bei
den
erhobenen
Herzgewichten
vornehmlich
die
Vorhofgewichte bzw. die Vorhofgewicht-Körpergewicht-Ratio voneinander, nicht aber
die ventrikulären Gewichte.
Zumindest im jungen Erwachsenenalter scheint anhand der Ergebnisse dieser Arbeit
ein großer Einfluss des ventrikulären Phänotyps mit kongestiver Herzinsuffizienz auf
die Entstehung des VHFs von geringer Bedeutung zu sein, da dieser erst verzögert
auftritt.
In der Altersgruppe > 12 Wochen ist das Auftreten eines Phänotyps der kongestiven
Herzinsuffizienz im untersuchten Mausmodell sowohl echokardiographisch als auch
elektrokardiographisch
belegbar.
Die
echokardiographisch
erhobenen
139
Diskussion
linksventrikulären Parameter sowie die ermittelte Verlängerung der QT-Zeit im
Oberflächen- und telemetrischen EKG, bestätigen eine zunehmende kardiale
Hypertrophie mit fortschreitender Dekompensation, die zu einem vorzeitigen Tod der
Mäuse führt, wie bereits in vorangegangenen Studien beschrieben (MENDE et al.,
1998, 1999, 2001). Ein solcher Herzinsuffizienz-Phänotyp kann das Auftreten von
VHF zum Beispiel durch interstitielle Fibrosierung stark begünstigen (LI, 1999).
MENDE et al. (1998) beschrieben eine solche Fibrosierung im vorliegenden
Mausmodell bei Mausherzen, die Mäusen im Alter von 10 Wochen entnommen
wurden.
Möglicherweise lässt sich anhand des zunehmenden Einflusses der ventrikulären
Dekompensation auf das atriale Milieu, das nun auch unter anästhesiefreien
Bedingungen
vermehrte
Auftreten
von
VHF
während
der
telemetrischen
Untersuchungen, erklären. Während es in der Altersgruppe < 12 Wochen 7% der
transgenen Mäuse betraf, waren es in der Altersgruppe > 12 Lebenswochen 83%.
5.2.4 Einfluss der Anästhesie
Unter Isoflurannarkose allerdings ist ein solcher sprunghafter Anstieg nicht zu
verzeichnen, was einen zusätzlichen Einfluss der Anästhesie auf das Auftreten von
VHF in der vorliegenden Arbeit vermuten lässt. Hier betrug der prozentuale Anteil der
< 12 Wochen alten Mäuse mit VHF 35% im Gegensatz zu 37% der > 12 Wochen
alten Mäuse. Auch die größere Wahrscheinlichkeit unter Isoflurananästhesie VHF zu
dokumentieren im Vergleich zum telemetrischen EKG, erhärtet diese Vermutung.
Isofluran und andere volatile Anästhetika wirken kardiodepressiv. Sowohl die
Herzfrequenz als auch die Kontraktionskraft des Herzens können negativ beeinflusst
sein (LYNCH, 1986, PAGEL et al., 1991, ROTH et al., 2002). Die zugrundeliegenden
Mechanismen sind allerdings bisher nicht vollständig erschlossen. Eine zentrale
Rolle scheint der Ca2+-Haushalt der Myozyten zu spielen. Vor allem mögliche Effekte
auf sarcolemmständige Ionenkanäle und Veränderungen der Ca2+-Freisetzung aus
dem
Sarkoplasmatischen
Retikulum
(SR),
aber
auch
Modifikationen
calciumabhängiger kontraktiler Proteine scheinen dabei wichtige Komponenten zu
140
Diskussion
sein (LYNCH, 1986, RUSY und KOMAI, 1987, FRAZER et al., 1992). So zeigt
Isofluran bei Versuchen an isolierten Myozyten in höherer Konzentration einen
inhibitorischen Effekt auf die L-Typ-Calcium-Kanäle. Dies könnte in vivo zu einer
Verkürzung des Aktionspotentials führen und somit das Entstehen von VHF
begünstigen (PANCRAZIO, 1996, SUZUKI et al., 2002). Die somit ebenfalls
verkürzte Refraktärzeit könnte ektope Erregungen, die im vorliegenden Mausmodell
möglicherweise aufgrund der Stimulierung des Gq-Signaltransduktionsweges und
der nachfolgenden PK-Aktivierung auftreten, begünstigen bzw. zulassen.
Modifizierende Effekte auf die Ca2+-Freisetzung aus dem SR werden von einigen
Autoren belegt (JIANG und JULIAN, 1998) von anderen hingegen nicht (HANLEY
und LOISELLE, 1998). So zeigen JIANG und JULIAN (1998) an ventrikulären
Trabeculae von Ratten, dass während eines rapid-cooling-Prozesses Isofluran in der
Lage ist, die Ca2+-Freisetzung aus dem SR zu blockieren.
In der vorliegenden Arbeit wurden neben Isofluran auch bei einigen OberflächenEKGs als Injektionsanästhetikum eine Mischung aus Ketamin und Xylazin sowie bei
terminalen Versuchen Urethan angewendet. In Bezug auf die Häufigkeit des
Auftretens von VHF, gab es zwischen den verschiedenen Anästhetika keinen
Unterschied. So trat es unter Isofluran in 35%, unter dem Gemisch aus Ketamin und
Xylazin in 11% und unter Urethane in 16% der untersuchten Fälle auf. Hier zeigen
Ketamin/Xylazin und Urethane im Vergleich zu Isofluran zwar tendenziell auffällig
weniger VHF (vs. Ketamin/Xylazin p=0,051; vs. Urethan p=0,083, Fisher´s Exact
Test), die Unterschiede sind aber nicht signifikant. Bezieht man weitere Daten wie
Alter der Mäuse, Geschlecht und Untersuchungsdaten mit in die Beurteilung ein, so
entfällt auch diese statistische Auffälligkeit (log. Regression, SPSS).
Auch Injektionsanästhetika wirken oft kardiodepressiv. Sie führen bei Mäusen oft
zunächst zu einer Reduktion der Kontraktionskraft des Herzens und des
Herzzeitvolumens, im Laufe der Zeit kommt es dann wieder zu einem Anstieg der
Pumpkraft (ROTH et al., 2002). Die FS korreliert dabei positiv mit der Herzfrequenz
(CHAVES et al., 2001).
Bei der Verwendung der Kombination aus Ketamin und Xylazin zeigt sich ein deutlich
herabgesetztes
Herzschlagvolumen
gegenüber
der
Verwendung
von
141
Diskussion
Inhalationsanästhetika (CHAVES et al., 2001) mit reduzierter Herzfrequenz. Urethan
verursacht wesentlich höhere Herzfrequenzen und eine sehr tiefe Narkose, aus der
die Mäuse schlecht wieder erwachen.
Für Ketamin konnte wiederum anhand von Versuchen an isolierten Myocyten belegt
werden, dass es die L-Typ-Calcium-Kanäle tonisch blockiert (HARA et al., 1998).
Auch hier könnten eine Verkürzung des Aktionspotentials und eine erhöhte
Arrhythmogenität des Vorhofgewebes die Folge sein und somit das Entstehen von
VHF begünstigen. In Experimenten an humanem Myokardium wurde ebenfalls ein
heruntergesetzter intrazellulärer Calciumtransient beschrieben (KUNST et al., 1999).
Auch wird Ketamin eine antiinflammatorische Eigenschaft zugewiesen. Es hemmt die
Freisetzung proinflammatorischer Zytokine, wie z.B. TNFα, der wie das zuvor
erwähnte Mausmodell mit kardialer Überexpression von TNFα belegt, durchaus auch
einen Einfluss auf das Entstehen von VHF hat (LANGE et al., 2006). Die Bedeutung
im Zusammenhang mit einer Anästhesie zu Versuchszwecken, die von geringer
Dauer ist und im Fall der vorliegenden Arbeit nicht mehrfach durchgeführt wurde, ist
allerdings als gering einzustufen.
Urethan
wird
zumindest
eine
unspezifische
Interaktion
mit
Ca2+-Kanälen
zugeschrieben (MAGGI und MELI, 1986) sowie ein inhibitorisches Einwirken auf
Angiotensin II in Bezug auf die Vasokonstriktion, was auch auf eine Beteiligung des
Gαq-gekoppelten Signaltransduktionsweges schließen lassen kann (ALTURA et al.,
1980).
Eine erhöhte Wahrscheinlichkeit des Auftretens von VHF während der Anästhesie im
Vergleich zu den dokumentierten Zeiträumen im telemetrischen EKG ohne jegliche
Narkose, ließe sich also anhand des wissenschaftlichen Erkenntnisstandes durchaus
erklären,
auch
wenn
nähere
Untersuchungen
des
genauen
molekularen
Mechanismus notwendig sind.
Auch bei HIROSE et al. (2009) zeigten Gαq-Protein überexprimierende Mäuse im
Oberflächen-EKG, in diesem Fall unter Pentobarbitalanästhesie, VHF und dies zu
einem Prozentsatz von 45%, was den Ergebnissen in dieser Arbeit unter
Isoflurananästhesie entspricht. Die untersuchten Mäuse der HIROSE-Gruppe waren
mit einem Alter von 34±3 Wochen dabei relativ alt. Barbiturate, zu denen
142
Diskussion
Pentobarbital zählt, inhibieren den Calciumfluss zahlreicher spannungsgesteuerter
Calciumkanäle und blockieren die kardialen L-Typ-Calcium-Kanäle (GROSS et al.,
1988, HARRISON et al., 2000). Auch hier kommt es durch die Anästhesie also zu
einer Beeinflussung des intrazellulären Calciumhaushalts mit wohlmöglich erhöhter
Arrhythmogenität der Myocyten.
5.2.5 Thrombogenese
In der Humanmedizin ist die „Volkskrankheit VHF“ vor allem auch von so großer
Bedeutung, da es aufgrund des großen Thrombembolierisikos zu häufigen und
besonders schwerwiegenden Schlaganfällen kommen kann (FUSTER et al., 2006).
Jeder vierte Schlaganfall wird in Zusammenhang mit VHF gebracht, wobei das Risiko
individuell sehr unterschiedlich ist, da noch andere Faktoren z.B. zugrundeliegende
Erkrankungen
wie
Hypertension
oder
kongestive
Herzinsuffizienz,
schon
vorangegangene hämorrhagische Insulte, wiederum das Alter und Diabetes eine
Rolle spielen (GAGE et al., 2004, FUSTER et al., 2006, Stroke Risk in Atrial
Fibrillation Working Group, 2007).
Beim Menschen entsteht das thromboembolische Material zu 90% im linken
Vorhofsohr, das eine Art Blindsack darstellt. Der Blutfluss ist hier sehr träge und es
kommt zur Stase. Außerdem kommt es unter der Arrhythmie zu endothelialen und
endokardialen Schäden sowie ödematöser oder fibroelastischer Infiltration der
extrazellulären Matrix. Auch die Blutzusammensetzung verändert sich, was sowohl
die hämostatischen Eigenschaften als auch Thrombozytenaktivität und das
Vorkommen von Entzündungsmediatoren und Wachstumsfaktoren betrifft (LIP, 1995,
WATSON et al., 2009). So kommt es zur Bildung von Blutgerinnseln und dem
erhöhten Embolierisiko.
Bei Pferden ist ein solch erhöhtes Thrombembolierisiko mit nachfolgenden
hämorrhagischen Insulten und erhöhter Sterberate hingegen nicht bekannt (YOUNG,
2003). Thromben bei Pferden treten eher durch wandernde Strongylidenlarven und
dadurch verursachte Arteritis auf und werden weniger im Zusammenhang mit
Herzerkrankungen beobachtet (MC.GAVIN und ZACHARY, 2009).
143
Diskussion
Auch beim Hund kommt es zu Thrombenbildung aufgrund von Parasiten, in diesem
Fall aufgrund einer Dirofilariose und in den Lungenarterien. Bei thromboembolischen
Gefäßverschlüssen des Hundes werden als Grunderkrankung das Cushing-Syndrom
und chronische Nierenkrankheiten am häufigsten erwähnt. Gelegentlich werden auch
Amyloid- und Hyalinablagerungen in diesem Zusammenhang erwähnt (GRÜNBAUM
und SCHIMKE, 2007). Es sind auch Thrombembolien der kaudalen Aorta nach
primärer Kardiomyopathie bekannt, die jedoch wesentlich häufiger bei Katzen
auftreten (HECHT, 2008, MC.GAVIN, ZACHARY, 2009). LIU et al konnten 2008
zeigen, dass bei Hunden mit VHF einige Parameter, die endotheliale Dysfunktionen
begünstigen, im Blutplasma sowie im Myokard im Gehalt bzw. ihrer Expression
verändert waren. Ein erhöhtes Thrombembolierisiko aufgrund von VHF wurde jedoch
bisher nicht postuliert. Auch im experimentellen caninen Modell kam es selten zu
Beobachtungen von Thrombenbildung im Zusammenhang mit VHF (WILBER et al.,
1999).
Im Mausmodell werden Thrombenformationen in den Atrien im Zusammenhang mit
atrialer Vergrößerung und auch mit VHF durchaus beschrieben. So zeigen die
CREM-Ib∆C-X transgenen Mäuse neben dem dokumentierten paroxysmalen VHF
stark vergrößerte Vorhöfe zum Teil mit atrialen Thromben (MUELLER et al., 2005).
MENDE et al. (1998) beschreiben auch im Mausmodell der Gαq-Protein
überexprimierenden Mäuse atriale Thromben zumeist im linken Vorhof und bei
HIROSE et al. (2009) zeigten 9 der 11 transgenen Herzen linksatriale Thromben.
In der vorliegenden Arbeit konnten bei transgenen Mäusen neben atrialen Thromben
während der Sektion, auch solche bei echokardiographischen Untersuchungen
sowohl im linken als auch im rechten Atrium, ausfindig gemacht werden. Die
Thromben treten hier vornehmlich bei Mäusen auf, die auch zuvor Episoden von
VHF gezeigt haben und dies obschon die VHF-Perioden sehr kurz waren. Sie
betrugen durchschnittlich eine Dauer von 3 Minuten und 10 Sekunden unter
Isoflurananästhesie bzw. 32±7 Sekunden im telemetrischen EKG ohne Narkose.
Dieser kurze Zeitraum erscheint im Zusammenhang mit dem untersuchten
Gendefekt jedoch ausreichend, um ein prothrombotisches Milieu in den Atrien zu
begünstigen.
144
Diskussion
In humanmedizinischen, retrospektiven Studien konnte gezeigt werden, dass
paroxysmales VHF mit einem geringeren Risiko für auftretende Schlaganfälle
verbunden ist, als chronisches VHF (BRAND et al., 1985, PETERSEN, 1990). Es
steht also in Bezug auf das Risiko für Thrombembolien und assoziierte
hämorrhagische Insulte zwischen chronischem VHF und SR (ALBERS et al., 2001),
wobei Patienten mit paroxysmalem VHF auch in der Regel jünger sind und weniger
häufig eine kardiovaskuläre Grunderkrankung zeigen als Patienten mit chronischem
VHF. Dies beeinflusst das Schlaganfallsrisiko zusätzlich positiv. Umstritten ist die
Frage, inwieweit der Übergang von VHF-Episoden in den SR zu einer akuten
Erhöhung des Thrombembolierisikos führt (ALBERS et al., 2001).
Anzeichen für aufgetretene Embolien bei den Gαq-Protein überexprimierenden
Mäusen konnten im Rahmen dieser Arbeit nicht gefunden werden. Bei Sektionen
wurden keine Organinfarkte in Lunge oder Leber entdeckt und neurologische
Verhaltensauffälligkeiten oder Ausfälle wurden bei den Tieren in vivo nicht
beobachtet. Es wurden im Rahmen der durchgeführten Sektionen Thorax und
Abdomen einer grobsinnlichen Untersuchung unterzogen, das Gehirn selbst war nie
Gegenstand der Betrachtungen.
Auch
MENDE
et
al.
(1998,
2001)
konnten
bei
den
vorangegangenen
Untersuchungen keine Hinweise auf Organinfarkte entdecken. Jedoch wurden die
Organe auch hier nicht auf Mikrothromben untersucht, sondern die Beobachtungen
anhand der Sektion geschildert. Das Gehirn ist auch in dieser Arbeit nicht untersucht
worden.
Das Auftreten von rechtsatrialen Thromben, wie es bei den transgenen Mäusen der
vorliegenden Arbeit in Erscheinung trat, wird auch beim Menschen gelegentlich im
Zusammenhang mit VHF und rechtsatrialer Vergrößerung nachgewiesen (KRANZ et
al., 2005, KUNERT und ULBRICHT, 2006, LAMBERTZ und LETHEN, 2007). Die
rechtsatrialen Thromben erscheinen echokardiographisch sehr unterschiedlich. Oft
sind es schlangenartige, flottierende Strukturen, wie wir sie auch in unserem
Mausmodell darstellen konnten (s. S. 120). Seltener sind kugelförmige oder
breitbasig wandständige Thromben (KRANZ et al., 2005).
145
Diskussion
Möglicherweise begünstigt die Überexpression des Gαq-Proteins im untersuchten
Mausmodell aufgrund des intermittierend auftretenden VHFs die Thrombenbildung
im rechten sowie im linken Vorhof. Es könnte daraufhin zum Abschwemmen
thrombotischen Materials mit nachfolgender Lungenembolie kommen. Die durch den
erhöhten pulmonalen Druck auftretende Symptomatik des Cor pulmonale schlägt
sich
in
einem
vergrößerten
Rechtsherz
nieder,
wie
es
anhand
der
echokardiographischen Untersuchungen festgestellt werden konnte. Allerdings
konnte eine pulmonale Hypertonie der Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse in
dieser Arbeit nicht bestätigt werden und tritt dementsprechend möglicherweise
ebenfalls intermittierend auf. Eine echokardiographische Vermessung des rechten
Ventrikels wurde im untersuchten transgenen Mausmodell bisher nicht durchgeführt.
Sie ist beim neugeborenen und adulten Menschen beschrieben (FOALE et al., 1986,
CLARK et al., 2002) und wurde auch in Studien zu anderen Mausmodellen
durchgeführt (KIRCHHOF et al., 2006, ZWIENER, 2006, WOLF, 2009, BLANA,
2010).
Die Fläche des rechten Ventrikels, gemessen in Längs- sowie in Querachsenansicht,
war vornehmlich bei transgenen Mäusen der Altersgruppe > 12 Wochen vergrößert
und das errechnete rechtsventrikuläre diastolische Volumen nach Wübbeling
(ZWIENER 2006) erhöht. Die im Zuge der gravimetrischen Untersuchungen
erhobenen Gewichte der gleichen Altersstufe sind zwischen den Genotypen
unverändert, was somit auf eine Dilatation der rechten Ventrikel ohne Hypertrophie
hinweist.
Ermittelte Lungengewichte der Arbeitsgruppe MENDE et al. (1998) deuten in die
gleiche Richtung. Während die Lungengewichte der 2 und 4 Wochen alten Mäuse
von Wildtypen und transgenen Tieren gleich erscheinen, sind die der transgenen
Mäuse im Alter von 10 Wochen gegenüber den Wildtypen signifikant erhöht.
Mit der Stimulierung des Gq-Signaltransduktionsweges in diesem Mausmodell ist
außerdem eine erhöhte Sterblichkeit der Mäuse verbunden. Die transgenen Tiere
versterben früher als die WT. Im Alter von einem Jahr sind noch 20% der
Ausgangspopulation am Leben, während bei dem WT noch ca. 70% leben. Die
mittlere Lebenserwartung der in der Arbeit betrachteten WT-Labormäuse ist mit 54
146
Diskussion
Lebenswochen um ein Drittel höher als die der Gαq-Protein überexprimierenden
Mäuse (durchschnittliche Lebenserwartung 34 Lebenswochen).
Bei MENDE et al. (2001) waren die Unterschiede noch deutlicher, was sicherlich
damit begründbar ist, dass es sich hier um die Foundergeneration handelt, welche
noch einen sehr stark ausgeprägten Phänotyp aufweist. Die transgenen Mäuse
verstarben bereits im Alter von 3 bis 4 Monaten meist mit deutlichen Anzeichen einer
links- und rechtsseitigen Herzinsuffizienz. Auch in dieser Arbeit wurden im Rahmen
der echokardiographischen Untersuchungen bei > 12 Wochen alten Mäusen
durchweg Anzeichen einer mehr oder weniger stark ausgeprägten Herzinsuffizienz
festgestellt.
Unterschiede
zwischen
der
Lebenserwartung
transgener
Tiere
mit
zuvor
aufgetretenem VHF im Vergleich zu solchen ohne VHF bzw. zwischen transgenen
Tieren mit Thromben im Gegensatz zu solchen ohne Thromben, konnten statistisch
in
dieser Kohorte nicht festgestellt werden. Des Weiteren gab es bei den
durchgeführten Sektionen keine Anhaltspunkte für das Auftreten von ischämischen
Organinfarkten bei Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen, die einen Tod im
kausalen Zusammenhang mit auftretendem VHF belegen würden. Cerebrale Infarkte
sowie vorliegende Mikrothromben können, da das Gehirn nie Gegenstand der
Sektionen war und keine weiterführenden Untersuchungen durchgeführt wurden,
jedoch nicht ausgeschlossen werden, auch wenn bei den transgenen Mäusen im
Rahmen
unserer
Untersuchungen
keinerlei
neurologische
Auffälligkeiten
dokumentiert werden konnten.
5.3 Schlussfolgerungen
Die
in
dieser
Arbeit
elektrophysiologischen
Stimulierung
des
durchgeführten
und
kardialen
Untersuchungen
echokardiographischen
zeigen,
Veränderungen
Gq-Signaltransduktionsweges
im
mit
welche
einer
Mausmodell
in
verschiedenen Altersklassen einhergehen können und inwiefern auch eine erhöhte
Thrombogenese im beschriebenen Mausmodell eine Rolle spielt. Zusammenfassend
147
Diskussion
lässt sich feststellen, dass die kardiale Überexpression des Gαq-Proteins zu
elektrophysiologischen als auch morphologischen und funktionellen Veränderungen
am Mausherzen führt. Es kommt zu einem Phänotyp mit kardialer Hypertrophie,
kongestiver Herzinsuffizienz, atrialer Dilatation, Fibrose und Tachyarrhythmien
einschließlich VHF. Die atrialen Veränderungen scheinen nach den Ergebnissen
dieser Arbeit dabei frühzeitiger aufzutreten als die ventrikulären. Außerdem ist der
atriale Phänotyp deutlicher ausgeprägt bei den transgenen Tieren, die VHF zeigen,
als bei solchen, bei denen es nicht dokumentiert werden konnte. Auch linksatriale
Thromben treten vermehrt bei den transgenen Mäusen auf, die zuvor VHF-Episoden
aufwiesen.
Somit konnte also ein kausaler Zusammenhang zwischen der Stimulierung des
kardialen Gq-Signaltransduktionsweges, atrialer Dilatation und zusammenhängender
Veränderungen und dem Auftreten thrombotischer Formation innerhalb der Atrien
dargestellt werden. Durch die Anregung der Gq-Signaltransduktionskaskade kommt
es vermutlich zu intrazellulären Ca2+-Imbalanzen mit erhöhter Arrhythmogenität der
Myocyten, die das Auftreten von VHF begünstigt. Die, durch die ebenfalls auf diesem
Wege veränderte Transkription der Zellen, auftretende Fibrose und das insgesamt
veränderte zelluläre Milieu verstärken den Effekt zusätzlich.
Es kommt zu regelmäßigem Auftreten von paroxysmalem VHF im Mausmodell
sowohl bei sich frei bewegenden Mäusen als auch unter Anästhesie. Durch die
Anästhesie wird das Auftreten von VHF in diesem Mausmodell wahrscheinlicher und
die dokumentierten Episoden länger. Auch dies ist vermutlich durch die
Auswirkungen der verschiedenen Anästhetika auf den Ca2+-Haushalt der Myocyten
mit auftretenden Imbalanzen und begünstigten ektopen Erregungen zurückzuführen.
Das Risiko VHF zu entwickeln steigt bei den Mäusen analog zu Untersuchungen
beim Menschen mit dem Alter an und männliche Individuen tragen ein signifikant
höheres Risiko als weibliche (FEINBERG et al., 1995, FUSTER et al., 2006,
BENJAMIN et al., 1994, FURBERG et al., 1994, HEERINGA et al., 2006).
Die geschilderten Ergebnisse sind durch Beobachtungen transgener Mäuse in vivo
gewonnen worden. Solche Untersuchungen an transgenen Mausmodellen erlauben
es, die Bedeutung definierter genetischer Defekte zu untersuchen. Die Methoden, die
148
Diskussion
im Rahmen dieser Arbeit weiterentwickelt wurden, können für phänotypische
Untersuchungen weiterer transgener Tiere herangezogen werden.
Eine Übertragung der Versuchsergebnisse von der Maus auf den Menschen ist zwar
nur mit Vorsicht möglich, da deutliche Unterschiede zwischen Herzfrequenz,
Vorkommen und Eigenschaften von Ionenkanälen und in der Größe von Herzen
zwischen Mäusen, großen Säugetieren und dem Menschen bestehen. Dennoch
ergeben sich aus den in dieser Arbeit erhobenen Befunden Hinweise auf mögliche
Therapieansätze von VHF.
So bestätigt die Arbeit, dass die Thrombembolieprophylaxe bei VHF immer einen
wichtigen Bestandteil der Therapie ausmacht. In diesem Mausmodell trat
thrombotisches Material in den Herzvorhöfen häufig und bereits nach kurzen
Perioden von VHF auf. Dies deutet darauf hin, dass eine Antikoagulationstherapie
auch bei Patienten mit paroxysmalem VHF notwendig ist.
Des
Weiteren
unterstreichen
die
Ergebnisse
der
Arbeit,
dass
eine
Substratverbesserung angestrebt werden sollte mit dem Versuch, die atriale
Vergrößerung und eingeschränkte Vorhofkontraktilität und darauffolgende Fibrose
des Vorhofmyokards zu verhindern.
In Zukunft wären auch gentherapeutische Ansätze, bei welchen z.B. die Expression
der DGKζ verstärkt und somit der Effekt der kardialen Überexpression von GαqProtein rückgängig gemacht würden, denkbar, auch wenn diese noch mit vielen
weiteren Untersuchungen verbunden wären. Auch Therapien mit
monoklonalen
Antikörpern oder kleinen inhibitorischen Substanzen zur pharmakologischen
Hemmung relevanter Enzyme, die in die VHF begünstigende Gq- Signalkaskade
eingreifen, ähnlich dem Einsatz von Tyrosinkinase-Inhibitoren bei Chemotherapien
gegen Krebserkrankungen, wären in Zukunft möglicherweise einsetzbar (NATTEL,
2009, AMIT et al., 2008, CHEN et al., 2008).
149
Zusammenfassung
6. Zusammenfassung
Sandra Laakmann:
Mechanismen der Entstehung von Vorhofflimmern: Charakterisierung der Interaktion
elektrischer, funktionaler und struktureller Veränderungen in Herzvorhöfen GαqProtein
überexprimierender
Mäuse
mittels
Echokardiographie
und
Elektrokardiographie
Vorhofflimmern (VHF) ist die häufigste langanhaltende Herzrhythmusstörung in der
Humanmedizin und auch in der Veterinärmedizin gewinnt diese Erkrankung
zunehmend an Bedeutung.
VHF führt zu Veränderungen des atrialen Myokards sowohl auf elektrischer als auch
auf struktureller Ebene. Diese unter dem Begriff „atriales Remodeling“
zusammengefassten Vorgänge begünstigen wiederum das Auftreten und den Erhalt
der Arrhythmie mit dem Ergebnis, dass die Erkrankung zunehmend therapieresistent
erscheint. Ein frühzeitiges Eingreifen und eine gezielte Therapie sind somit
essenziell. Die molekularen Mechanismen und Signalwege, die am Herzen dem
atrialen Remodeling zugrunde liegen und das Auftreten von VHF begünstigen, sind
jedoch nur unzureichend bekannt. G-Protein-gekoppelte Signaltransduktionswege
nehmen hier, wie in anderen Körperzellen auch, eine Schlüsselrolle ein, neben der
β-adrenergen Signaltransduktionskaskade, vor allem auch der Gαq –gekoppelte
Signaltransduktionsweg.
In der vorliegenden experimentellen Arbeit sollten anhand des transgenen
Mausmodells Gαq-Protein überexprimierender Mäuse die phänotypischen
Auswirkungen einer vermehrten kardialen Expression des Gαq-Proteins
systematisch untersucht werden. Schwerpunkt der Arbeit waren dabei die in vivo
Untersuchungen zum Auftreten atrialer Arrhythmien und atrialer Thromben in diesem
Zusammenhang. Die Mäuse wurden hierzu in erster Linie elektrokardiographisch und
echokardiographisch in vivo untersucht.
EKGs wurden als 6-Kanal-Oberflächen-EKGs unter verschiedenen
Narkosen, sowie als Langzeit-EKG bei adulten Tieren mit Hilfe eines telemetrischen,
implantierten Transmitters bei sich frei bewegenden, sowie bei körperlich belasteten
Mäusen durchgeführt. Es wurden altersabhängige serielle elektro- und
echokardiographische Untersuchungen der Herzen vorgenommen.
Eine Stimulierung des kardialen Gq-Signaltransduktionsweges resultiert im
Mausmodell in einer kongestiven Herzinsuffizienz mit atrialer Dilatation und
Tachyarrhythmien einschließlich VHF.
Die untersuchten Mäuse zeigen regelmäßig paroxysmales VHF, sowohl unter
Anästhesie als auch in der Telemetrie. Durch die Anästhesie wird das Auftreten von
VHF in diesem Mausmodell wahrscheinlicher und die dokumentierten Episoden
länger. Des Weiteren steigt das Risiko VHF zu entwickeln analog zu Untersuchungen
beim Menschen altersabhängig an und männliche Individuen tragen ein signifikant
höheres Risiko als weibliche. Der Gαq-gekoppelte Signaltransduktionsweg scheint
eine wichtige Rolle bei der Entstehung eines arrhythmogenen Substrates in
Mausvorhöfen zu spielen. Das Auftreten von VHF wird somit begünstigt.
150
Zusammenfassung
Zusätzlich treten im Zusammenhang mit dokumentiertem VHF, auch nach
paroxysmalem, vermehrt atriale Thromben auf und die atriale Dilatation verstärkt
sich während im Gegenzug die atriale Kontraktionskraft abnimmt.
Ein Eingreifen in die Gαq-Signalkaskade könnte somit einen zukünftigen
Therapieansatz
bei
Vorhofflimmern
darstellen.
Außerdem
sollte
eine
Thrombembolieprophylaxe auch bei paroxysmalem VHF überdacht werden.
151
Summary
7. Summary
Sandra Laakmann:
Mechanisms underlying the development of atrial fibrillation: characterization of the
interaction of electrical, functional and structural alterations in cardiac atria of mice
with heart specific overexpression of Gαq-protein via echocardiography and
electrocardiography
Atrial fibrillation (AF) is the most common sustained arrhythmia in humans and is
becoming progressively more important in veterinary medicine. AF leads to both
electrical and structural alterations of the atrial myocardium. These alterations are
more broadly referred to as “atrial remodeling”. Atrial remodeling promotes the
occurrence and maintenance of AF and thereby the disease becomes progressively
resistant to therapy. Early clinical intervention and use of a targeted therapy are
essential.
However, the molecular mechanisms and signaling cascades contributing to atrial
remodeling and occurrence of AF are still poorly understood. G-protein–coupled
receptors (GPCRs) are key mediators of signal transduction in a number of different
cell types. In the heart β-adrenergic stimulation and Gαq-coupled signal transduction
are particularly important.
Cardiac stimulation of the Gαq-signal transduction pathway results in congestive
heart failure concurrent with atrial dilatation and tachyarrhythmia, including AF. In
order to investigate the electrophysiological and functional impact of enhanced Gαqprotein expression in the heart, experiments were conducted on mice with heart
specific overexpression of Gαq-protein. Experiments included electro- and
echocardiographic studies under basal conditionas and following enhanced βadrenergic stimulation. 6-channel-surface-ECGs were carried out on sedated adult
mice using different anaesthetic combinations. Long-term ECGs were obtained using
telemetric transmitter implants on freely moving and physically stressed adult mice.
The emphases of the study were the analysis of atrial tachyarrhythmia and the
presence of thrombi in correlation with AF during in vivo experiments.
Cardiac stimulation of the Gαq-signaltransduction pathway results in a constitutive
heart failure with by atrial dilatation and tachyarrhythmia, including AF.
Mice frequently developed non-sustained AF both during anaesthesia and under free
roaming conditions. Occurrence of AF was markedly higher and individual episodes
longer under anaesthesia compared to telemetry. The risk of developing AF
increased gradually with age and similar to humans, males were more likely to
develop AF.
Documented AF, even paroxysmal, was regularly accompanied by atrial thrombi.
Additionally, atrial dilatation was increased and atrial contractility decreased.
Therefore, it would appear that Gq-coupled signal transduction plays a key role in the
development of an arrhythmogenic substrate within mouse atria and promotes AF.
Combined, this work suggests that Gαq-mediated signal transduction may be a
useful therapeutic target for AF treatment in the future and that medical prophylaxis
for thrombembolism, even in patients with paroxysmal AF, may be beneficial.
152
Literaturverzeichnis
Literaturverzeichnis
ABE, Y.; FUKUNAMI, M.; YAMADA, T.; OHMORI, M.; SHIMONAGATA, T.;
KUMAGAI, K. (1997): Prediction of transition to chronic atrial fibrillation in patients
with paroxysmal atrial fibrillation by signal-averaged electrocardiography: A
prospective study. In: Circulation, Jg. 96, H. 8, S. 2612–2616.
ADAM, O.; FROST, G.; CUSTODIS, F. et al (2007): Role of Rac1 GTPase activation
in atrial fibrillation. In: J Am Coll Cardiol, Jg. 50, S. 359–367.
AIME-SEMPE, C.; FOLLIGUET, T.; RUCKER-MARTIN, C.; KRAJEWSKA, M.;
KRAJEWSKA, S.; HEIMBURGER, M. (1999): Myocardial cell death in fibrillating and
dilated human right atria. In: J Am Coll Cardiol., Jg. 34, H. 5, S. 1577–1586.
ALBERS, G. W.; DALEN, J. E.; LAUPACIS, A.; MANNING, W. J.; PETERSEN, P.;
SINGER, D. E. (2001): Antithrombotic Therapy in Atrial Fibrillation. In: Chest, Jg.
119, S. 194S-206S.
AL-KHATIB, S. M.; WILKINSON, W. E.; SANDERS, L. L.; MCCARTHY, E. A.;
PRITCHETT, E. L. (2000): Observations on the transition from intermittent to
permanent atrial fibrillation. In: Am Heart J., Jg. 140, H. 1, S. 142–145.
ALLESSIE, M. A.; BOYDEN, P. A.; CAMM, A.J. et al (2001): Pathophysiology and
prevention of atrial fibrillation. In: Circulation, Jg. 103, S. 769–777.
ALLESSIE, MAURITS (1998): Atrial electrophysiologic remodeling: another vicious
circle? In: J Cardiovasc Electrophysiol., Jg. 9, S. 1378–1393.
ALLESSIE, MAURITS; AUSMA, JANNIE; SCHOTTEN, ULRICH (2002): Electrical,
contractile and structural remodeling during atrial fibrillation. In: Cardiovascular
Research, Jg. 2002, H. 54, S. 230–246.
ALTURA, B. M.; ALTURA, B. T.; CARELLA, A.; TURLAPATY, P. D. M. V.;
WEINBERG, J. (1980): Vascular smooth muscle and general anesthetics. In: Fedn
Proc, Jg. 39, S. 1584–1591.
AMIT, G; QIN, H., DONAHUE, J. K. (2008): Biological therapies for atrial fibrillation.
In: J Cardiovasc Pharmacol, Jg. 52, S. 222–227.
ANYUKHOVSKY, E. P.; SOSUNOV, E. A.; CHANDRA, P. et al (2005): Ageassociated changes in electrophysiologic remodeling: a potential contributor to
initiation of atrial fibrillation. In: Cardiovasc Res, Jg. 66, S. 353–363.
ANYUKHOVSKY, E. P.; SOSUNOV, E. A.; PLOTNIKOV, A. et al (2002): Cellular
electrophysiologic properties of old canine atria provide a substrate for
arrhythmogenesis. In: Cardiovasc Res, Jg. 54, S. 462–469.
BELGRAVE, J. (1990): A case of atrial fibrillation with congestive heart failure. In:
Equine Vet Educ, Jg. 2, S. 2–4.
BELLUSCIO, L.; GOLD, G. H.; NEMES, A.; AXEL, R.: Mice deficient in G(olf) are
anosmic. In: Neuron, Jg. 20, S. 69–81.
BENDITT, D. G.; WILLIAMS, J. H.; JIN, J.; DEERING, T. F.; ZUCKER, R. T;
153
Literaturverzeichnis
BROWNE, K.; CHANG-SINGH, P.; SINGH B. N. (1999): Maintenance of Sinus
Rhythm With Oral d,l-Sotalol Therapy in Patients With Symptomatic Atrial Fibrillation
and/or Atrial Flutter. In: Am J Cardiol., Jg. 84, S. 270–277.
BENITO B, BRUGADA R, PERICH, R. M, LIZOTTE, E.; CINCA, J.; MONT, L.;
BERRUEZO, A.; TOLOSANA, J. M.; FREIXA, X.; BRUGADA, P.; BRUGADA, J.
(2008): A mutation in the sodium channel is responsible for the association of long
QT syndrome and familial atrial fibrillation. In: Heart Rhythm 2008; Jg.5, S.1434 –
1440.
BENJAMIN, E. J.; CHEN, P. S.; BILD, D. E.; MASCETTE, A. M.; ALBERT, C. M.;
ALONSO, A. (2009): Prevention of atrial fibrillation: report from a national heart,
lung, and blood institute workshop. In: Circulation, Jg. 119, S. 606–618.
BENJAMIN, E. J.; LEVY, D.; VAZIRI, S. M.; D'AGOSTINO, R. B.; BELANGERET, J.;
WOLF, P. A. (1994): Independent risk factors for atrial fibrillation in a populationbased cohort. The Framingham Heart Study. In: JAMA, Jg. 271, H. 11, S. 840–844.
BENJAMIN, E. J.; WOLF, P. A.; D'AGOSTINO, R. B.; SILBERSHATZ, H.; KANNEL,
W. B.; LEVY, D. (1998): Impact of atrial fibrillation on the risk of death: the
Framingham Heart Study. In: Circulation, Jg. 98, S. 946–952.
BERNHARDT, P.; SCHMIDT, H.; HAMMERSTINGL, C.; LÜDERITZ, B.; OMRAN, H.
(2006): Atrial Thrombi—A Prospective Follow-up Study over 3 Years with
Transesophageal Echocardiography and Cranial Magnetic Resonance Imaging. In:
Echocardiography, Jg. 23, H. 5, S. 388–394.
BERTONE, J. J.; WINGFIELD, W. E.: Atrial fibrillation in horses. In: Comp Cont Educ
Pract, Jg. 9, S. 763–771.
BLANA, A.; KAESE, S.; FORTMÜLLER, L.; LAAKMANN, S.; DAMKE, D.; VAN
BRAGT, K.; ECKSTEIN, J.; PICCINI, I.; KIRCHHEFER, U.; NATTEL, S.;
BREITHARDT, G.; CARMELIET, P.; CARMELIET, E.; SCHOTTEN, U.;
VERHEULE, S.; KIRCHHOF, P.; FABRITZ, L. (2010): A knock-in gain-of-function
sodium channel mutation prolongs atrial action potentials and alters atrial
vulnerability. In: Heart Rhythm, Jg. 7, S. 1862–1869.
BLANK, J. L.; ROSS A. H.; EXTON J. H. (1991): Purification and characterization of
two Gproteins that activate the β1 isozyme of phosphoinositide-specific
phospholipase C. In: J. Biol. Chem., Jg. 266, S. 18206–18216.
BLISSITT, K. J. (1999): Diagnosis and treatment of atrial fibrillation. In: Equine Vet
Educ, Jg. 11, S. 11–19.
BOEVÉ, M. H.; STOKHOF, A. A.; VAN DEN BROM, W. E. (1984): Prognostic
significance of the electrocardiogram in dogs with atrial fibrillation: a retrospective
study of 59 cases. In: Res Vet Sci, Jg. 36, S. 32–36.
BOHN, F. K.; PATTERSON, D. F.; PYLE R. L (1971): Atrial fibrillation in dogs. In: Brit
Vet J, Jg. 127, S. 485–496.
BONAGURA, J. D.; WARE, W. A. (1986): Atrial fibrillation in the dog: clinical findings
in 81 cases. In: J Am Anim Hosp Assoc, Jg. 22, S. 111–120.
154
Literaturverzeichnis
BOSCH, R. F.; GRAMMER, J. B.; KÜHLKAMP, V.; SEIPEL, L. (2000): Elektrisches
Remodeling bei Vorhofflimmern. Zelluläre und molekulare Mechanismen. In: Z
Kardiol, Jg. 2000, H. 89, S. 795–802.
BOURNE, H. R.; SANDERS, D. A.; MC CORMICK F. (1990): The GTPase
superfamily: a conserved switch for diverse cell functions. In: Nature, Jg. 348, S.
125–132.
BRAND, F. N.; ABBOTT, R. D.; KANNEL, W. B.; WOLF, P. A. (1985): Characteristics
and prognosis of lone atrial fibrillation: 30 year follow-up in the Framingham study. In:
J Am Coll Cardiol, Jg. 254, S. 3449–3453.
BRUGADA, R.; TAPSCOTT, T.; CZERNUSZEWICZ, G. Z.; MARIAN, A. J.;
IGLESIAS, A.; MONT, L. (1997): Identification of a genetic locus for familial atrial
fibrillation. In: N Engl J Med., Jg. 336, H. 13, S. 905–911.
BRUNDEL, B. J.; SHIROSHITA-TAKESHITA, A.; QI, X.; YEH, Y. H.; CHARTIER, D.;
VAN GELDER, I. C.; HENNING, R.H.; KAMPINGA, H.H.; NATTEL, S. (2006):
Induction of heat shock response protects the heart against atrial fibrillation. In: Circ
Res, Jg. 99, S. 1394–1402.
BRUNDEL, B. J.; MELNYK, P.; RIVARD, L.; NATTEL, S. (2005): The pathology of
atrial fibrillation in dogs. In: J Vet Cardiol, Jg. 7, S. 121–129.
BUCK, T.; BREITHARDT, O. A.; FABER, L.; FEHSKE, W.; FLACHSKAMP, F. A.;
FRANKE, A.; HAGENDORFF, A.; HOFFMANN, R.; KRUCK, I.; KÜCHERER, H.;
MENZEL, T.; PETHIG, K.; TIEMANN, K.; VOIGT, J. U.; WEIDEMANN, F.;
NIXDORFF, U. (2009): Manual zur Indikation und Durchführung der
Echokardiographie. In: Clin Res Cardiol Suppl, Jg. 4, S. 3–51.
CAMM, A. J.; KIRCHHOF, P.; LIP, G. Y.; SCHOTTEN, U.; SAVELIEVA, I.; ERNST,
S. et al. (2010): Guidelines for the management of atrial fibrillation. The Task Force
for the Management of Atrial Fibrillation of the European Society of Cardiology
(ESC). In: European Heart Journal, Jg. 31, H. 19, S. 2369–2429.
CHA, T. J.; EHRLICH, JR; ZHANG, L.; SHI, Y. F.; TARDIF, J. C.; LEUNG, T. K.;
NATTEL, S. (2004): Dissociation between ionic remodeling and ability to sustain
atrial fibrillation during recovery from experimental congestive heart failure. In:
Circulation, Jg. 109, S. 412–418.
CHALFIE, M.; TU, Y.; EUSKIRCHEN, G.; WARD, W.; PRASHER, D. C. (1994):
Green fluorescent protein as a marker for gene expression. In: Science, Jg. 263, H.
5148, S. 802–805.
CHAVES, A. A.; DECH, S. J.; NAKAYAMA, T.; HAMLIN, R. L.; BAUER, J. A.;
CARNES, C. A. (2003): Age and anesthetic effects on murine electrocardiography.
In: Life Sciences, Jg. 72, S. 2401–2412.
CHAVES, A. A.; WEINSTEIN, D. M.; BAUER, J. A. (2001): Non-invasive
echocardiographic studies in mice- Influence of anesthetic regimen. In: Life Sciences,
Jg. 69, H. 213-222.
155
Literaturverzeichnis
CHEN, Y. C.; CHEN, S. A.; CHEN, Y. J.; CHANG, M. S.; CHAN, P.; LIN, C.I. (2002):
Effects of thyroid hormone on the arrhythmogenic activity of pulmonary vein
cardiomyocytes. In: J Am Coll Cardiol., Jg. 39, H. 2, S. 366–372.
CHEN, M. H.; KERKELÄ, R.; FORCE T. (2008): Mechanisms of cardiac dysfunction
associated with tyrosine kinase inhibitor cancer therapeutics. In: Circulation, Jg. 118,
S. 84–95.
CHRISTENSEN, G.; WANG, Y.; CHIEN, K. R. (1997): Physiological assessment of
complex cardiac phenotypes ingenetically altered mice. In: Am J Physiol, Jg. 272, S.
H2513-H2524.
CLAPHAM, D. E.; NEER, E. J. (1997): G protein βγ subunits. In: Annu. Rev.
Pharmacol. Toxicol., Jg. 37, S. 167–203.
CODY, C. W.; DOUGLAS, C.; PRASHER, W.; WESTLER, M.; FRANKLYN, G.;
PRENDERGAST, W.; WARD, W. (1993): Chemical structure of the hexapeptide
chromophore of the Aequorea green-fluorescent protein. In: Biochemistry, Jg. 32, H.
5, S. 1212–1218.
COLLINS, K. A.; KORCARZ, C. E.; SHORFF, G. S.; BEDNARZ, J. E.; FENTZKE, R.
C.; LIN, H.; LEIDEN, J. M. (2001): Accuracy of echocardiographic estimates of left
ventricular mass in mice. In: Am J Physiol, Jg. 280, S. H1954-H1962.
COPLEN, S. E.; ANTMAN, E. M.; BERLIN J. A. (1990): Efficiacy and Safety of
Quinidine Therapy for Maintenance of Sinus Rhythm After Cardioversion: A MetaAnalysis of Randomized Control Trials. In: Circulation, Jg. 82, S. 1106–1116.
CORMACK, B. P.; VALDIVIA, R. H.; FALKOW. S. (1996): FACS-optimized mutants
of the green fluorescent protein (GFP). In: Gene, Jg. 173, S. 33–38.
CUSTODIS, F.; EBERL, M.; KILTER, H.; BOEHM, M.; LAUFS, U. (2006): Association
of RhoGDI alpha with Rac1 GTPase mediates free radical production during
myocardial hypertrophy. In: Cardiovasc Res, Jg. 71, S. 342–351.
DEEGEN, E. (1986): Clinical significance of atrial fibrillation in horses. In:
Pferdeheilkunde, Jg. 2, S. 179–186.
DEEGEN, E.; BUNTENKÖTTER, S. (1976): Behaviour of the heart rate of horses
with auricular fibrillation during exercise and after treatment. In: Equine Vet. J., Jg. 8,
S. 1–4.
DEEM, D. A.; FREGIN G. F. (1982): Atrial fibrillation in horses: a review of 106
clinical cases, with consideration of prevalence, clinical signs, and prognosis. In: J
Am Vet Med Assoc, Jg. 180, S. 261–265.
DIETZ, R. (2003): Kardiovaskuläre Erkrankungen. In Harrisons Innere Medizin. 15.
Aufl. 1 Bände (1).
DIKER E, AYDOGDU S.; OZDEMIR, M.; KURAL, T.; POLAT, K.; CEHRELI, S. et al
(1996): Prevalence and predictors of atrial fibrillation in rheumatic valvular heart
disease. In: Am J Cardiol., Jg. 77, H. 1, S. 96–98.
DOERFLER, W.: The molecular biology of Adenoviruses. Springer Verlag. In:
Current Topics in Microbiology and Immunology, S. 109, 110, 111.
156
Literaturverzeichnis
DOUGLAS, S. A.; OHLSTEIN, E. H. (1997): Signal transduction mechanisms
mediating the vascular actions of endothelin. In: J Vasc Res, Jg. 34, S. 152–164.
DRIES, D. L.; EXNER, D. V.; GERSH, B. J.; DOMANSKI, M. J.; WACLAWIW, M. A.;
STEVENSON, L. W. (1998): Atrial fibrillation is associated with an increased risk for
mortality and heart failure progression in patients with asymptomatic and
symptomatic left ventricular systolic dysfunction: a retrospective analysis of the
SOLVD trials. Studies of Left Ventricular Dysfunction. In: J Am Coll Cardiol., Jg. 32,
S. 695–703.
EAKER, E. D.; SULLIVAN, L. M.; KELLY-HAYES, M.; D'AGOSTINO R. B. SR;
BENJAMIN, E. J. (2004): Anger and hostility predict the development of atrial
fibrillation in men in the Framingham offspring study. In: Circulation, Jg. 109, S.
1267–1271.
ELSE, R. W. &. HOLMES J. R. (1971): Pathological changes in atrial fibrillation in the
horse. In: Equine Vet J, Jg. 3, S. 56–64.
ELVAN, A.; HUANG, X. D.; PRESSLER, M. L.; ZIPES, D.P (1997): Radiofrequency
catheter ablation of the atria eliminates pacing-induced sustained atrial fibrillation and
reduces connexin 43 in dogs. In: Circulation, Jg. 96, H. 5, S. 1675–1685.
ETTINGER, P. O.; WU, C. F.; DE LA CRUZ, C. Jr; WEISSE, A. B.; AHMAD, S.S.;
REGAN, T.J. (1978): Arrhythmias and the “Holiday Heart”: Alcohol-associated
cardiac rhythm disorders. In: Am Heart J., Jg. 95, S. 555–562.
EVERETT, T. H.; LI, H.I; MANGRUM, J. M.; MCRURY, I. D.; MITCHELL, M. A.;
REDICK, J. A.; HAINES D. E. (2000): Electrical, Morphological, and Ultrastructural
Remodeling and Reverse Remodeling in a Canine Model of Chronic Atrial Fibrillation.
In: Circulation, Jg. 102, S. 1454–1460.
FABRITZ, L.; HOOGENDIJK, M. G.; SCICLUNA, B. P.; VAN AMERSFOORTH, S. C.
M.; FORTMUELLER, L.; WOLF, S.; LAAKMANN, S.; KREIENKAMP, N.; PICCINI, I.;
BREITHARDT, G.; RUIZ NOPPINGER, P.; WITT, H.; EBNET, K.; WICHTER, T.;
LEVKAU, B.; FRANKE, W. W.; PIEPERHOFF, F.; DE BAKKER, J. M. T.;
CORONEL, R.; KIRCHHOF, P. (2011): Preload-Reducing Therapy Prevents Right
Ventricular Enlargement, Dysfunction, Conduction Slowing and Arrhythmogenesis in
Heterozygous Plakoglobin-Deficient Mice. In: JACC, in press.
FABRITZ, L.; KIRCHHOF, P.; FORTMÜLLER, L.; AUCHAMPACH, J. A.; BABA, H.
A.; BREITHARDT, G. et al. (2004): Gene dose-dependent atrial arrhythmias, heart
block and brady-cardiomyopathy in mice overexpressing A3-adenosine receptors. In:
Cardiovascular Research, Jg. 62, S. 500–508.
FALK, R. H. (2001): Atrial fibrillation. In: N Engl J Med., Jg. 344, S. 1067–1078.
FAREH, S.; VILLEMAIRE, C.; NATTEL, S. (1998): Importance of refractoriness
heterogeneity in the enhanced vulnerability to atrial fibrillation induction caused by
tachycardia-induced atrial electrical remodeling. In: Circulation, Jg. 98, S. 2202–
2209.
157
Literaturverzeichnis
FEINBERG, W. M.; BLACKSHEAR, J. L.; LAUPACIS, A.; KRONMAL, R.; HART, R.
G. (1995): Prevalence, age distribution, and gender of patients with atrial fibrillation.
analysis and implications. In: Arch Intern Med., Jg. 13, H. 155, S. 469–473.
FINET, J. EMANUEL; ROSENBAUM, DAVID S.; DONAHUE, J. KEVIN (2009):
Information Learned from Animal Models of Atrial Fibrillation. In: Cardiol Clin., Jg. 27,
H. 1, S. 45–57.
FLAKER, G. C.; FLETCHER, K. A.; ROTHBART, R. M.; HALPERIN, J. L.; HART RG
(1995): Observations on the transition from intermittent to permanent atrial fibrillation.
In: Am J Cardiol., Jg. 76, H. 5, S. 355–358.
FLUCKIGER J.-P., NGUYEN P. V. LI G. YANG X. P. SCHIFFRIN E. L. (1992):
Calcium, phosphoinosite and 1-2-diacylglycerol responses of blood vessels of
deoxycoricosterone acetate-salt hypertensive rats to endothelin –1. In: Hypertension,
Jg. 19, S. 743–748.
FOALE, R.; NIHOYANNOPOULUS, P.; MCKENNA, W.; KLEINEBENNE, A.;
ROWLAND, E.; SMITH, G. (1986): Echocardiographic measurement of the normal
adult right ventricle. In: British Heart Journal, Jg. 1986, H. 56, S. 33–44.
FOX, C. S.; PARISE, H. D.; 'AGOSTINO, R. B. S.; LLOYD-JONES, D. M.; VASAN,
R. S.; WANG, T. J. et al (2004): Parental atrial fibrillation as a risk factor for atrial
fibrillation in offspring. In: JAMA, Jg. 291, S. 2851–2855.
FOX, PHILIP R; SISSON, DAVID; MOÏSE, N SYDNEY (1999): Textbook of canine
and feline cardiology. Principles and clinical practice. 2. ed. Philadelphia: Saunders.
FRAZER, M. J.; LYNCH, C., III (1992): Halothane and Isoflurane Effects on
Ca2+Fluxes of Isolated Myocardial Sarcoplasmic Reticulum. In: Anesthesiology, Jg.
77, H. 2, S. 316–323.
FROST, L.; VESTERGAARD, P.; MOSEKILDE, L. (2005): Hyperthyroidism and risk
of atrial fibrillation or flutter--secondary publication. A population-based study. In:
Ugeskr Laeger, Jg. 167, H. 35, S. 3305–3307.
FURBERG, C. D.; PSATY, B. M.; MANOLIO, T. A.; GARDIN, J. M.; SMITHET, V. E.;
RAUTAHARJU, P. M. (1994): Prevalence of atrial fibrillation in elderly subjects (the
Cardiovascular Health Study). In: Am J Cardiol, Jg. 74, H. 3, S. 236–241.
FUSTER; V.; RYDEN; L.E.; CANNOM, D. S.; CRIJNS, H. J.; CURTIS, A. B.
ELLENBOGEN, K. A.; HALPERIN, J. L. (2006): Guidelines for the Management of
Patients with Atrial Fibrillation: a report of the American College of
Cardiology/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines and the
European Society of Cardiology Committee for Practice Guidelines (Writing
Committee to Revise the 2001 Guidelines for the Management of Patients With Atrial
Fibrillation): developed in collaboration with the European Heart Rhythm Association
and the Heart Rhythm Society. In: Circulation, Jg. 114, S. e257-e354.
GAMI, A. S.; PRESSMAN, G.; CAPLES, S. M.; KANAGALA, R.; GARD, J. J.;
DAVISON D. E.; MALOUF, J. F.; AMMASH, M. N.; FRIEDMAN, P. A.; SOMERS, V.
K. (2004): Association of atrial fibrillation and obstructive sleep apnea. In: Circulation,
Jg. 110, H. 4, S. 364–367.
158
Literaturverzeichnis
GARREY, W. E. (1924): Auricular fibrillation. In: Physiol. Rev., Jg. 4, S. 215–250.
GEHLEN, H.; STADLER, P. (2002): Vorhofflimmern beim Warmblutpferd –
Echokardiographie, Therapie, Prognose und Verlauf in 72 Fällen. In:
Pferdeheilkunde, Jg. 19, S. 530–536.
GEHLEN, H.; BUBECK, K.; ROHN, K.; STADLER, P. (2006): Pulmonary artery
wedge pressure during treadmill exercise in warmblood horses with atrial fibrillation.
In: Res. Vet. Sci., Jg. 81, S. 134–139.
GEHLEN, H.; STADLER, P. (2004): Comparison of Systolic Cardiac Function Before
and After Treatment of Atrial fibrillation in Horses With and Without Additional
Cardiac Valve Insufficiencies. In: Veterinary Research Communications, Jg. 28, S.
317–329.
GERULL, B.; HEUSER, A.; WICHTER, T.; PAUL, M.; BASSON, C. T.; MC
DERMOTT, D. A. (2004): Mutations in the desmosomal protein plakophilin-2 are
common in arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy. In: Nat Genet., Jg. 36,
H. 11, S. 1162–1164.
GIBBS, J. B.; SIGAL I. S. POE M. und SCOLNICK E. M. (1984): Intrinsic GTPase
activity distinguishes normal and oncogenic ras p21 molecules. In: Proc Natl Acad
Sci U S A, Jg. 81, S. 5704–5708.
GILMAN, A. G. (1987): G proteins: transducers of receptor-generated signals. In:
Annu. Rev. Biochem., Jg. 56, S. 615–649.
GO, A. S.; HYLEK, E. M.; PHILLIPS, K. A.; CHANG, Y.; LE HENAULT; SELBY, J. V.
(2001): Prevalence of diagnosed atrial fibrillation in adults: National implications for
rhythm management and stroke prevention: The AnTicoagulation and risk factors in
atrial fibrillation (ATRIA) study. In: JAMA, Jg. 285, H. 18, S. 2370–2375.
GOLDBERGER AL.; PAVELEC, R. S. (1986): Vagally-mediated atrial fibrillation in
dogs: conversion with bretylium tosylate. In: Int J Cardiol, Jg. 13, S. 47–55.
GOLTZ, A.; GEHLEN, H.; ROHN, K.; STADLER, P. (2009): Die Therapie des
Vorhofflimmerns mit 1A- und 1C-Antiarrhythmika sowie ACEHemmern. In:
Pferdeheilkunde, Jg. 25, H. 3, S. 220–227.
GRAHAM, F. L.; SMILEY, J. S.; RUSSELL, W. C.; NAIRN, R. (1977): Characteristics
of a human cell line transformed by DNA from human Adenovirus Type 5. In: J. Gen.
Virol., Jg. 36, S. 59–72.
GRIENDLING K.K.; TSUDA T.; ALEXANDER R.W. (1989): Endothelin stimulates
diacylglycerol accumulation and activates protein kinase C in cultured vascular
smooth muscle cells. In: J. Biol. Chem., Jg. 264, S. 8237–8240.
GROSS, R. A.; MACDONALD, R. L. (1988): Differential actions of pentobarbitone on
calcium current components of mouse sensory neurones in culture. In: J of
Physiology, Jg. 405, S. 187–203.
GRÜNBAUM, E. G.; SCHIMKE, E. (2007): Klinik der Hundekrankheiten. 3. Aufl.
Stuttgart: Enke Verlag.
159
Literaturverzeichnis
GUSSAK, I.; BJERREGAARD, P.; EGAN, T. M.; CHAITMAN, B. R. (1995): ECG
phenomenon called the J wave. History, pathophysiology, and clinical significance.
In: J Electrocardiol, Jg. 28, H. 1, S. 49–58.
GUSSAK, I.; CHAITMANN, B. R.; KOPECKY, S. L.; NERBONNE, J. M. (2000):
Rapid ventricular repolarization in rodents: electrocardiographic manifestations,
molecular mechanisms and clinical insights. In: J Electrocardiol, Jg. 33, S. 159–170.
HARA, Y.; CHUGUN, A.; NAKAYA, H.; KONDO, H. (1998): Tonic Block of the
Sodium and Calcium Currents by Ketamine in Isolated Guinea Pig Ventricular
Myocytes. In: Journal of Veterinary Medical Science, Jg. 60, H. 4, S. 479–483.
HAVERKAMP, W.; AMMER, R.; KIRCHHOF, P.; ECKHARDT, L.; FABRITZ, L.;
BREITHARDT, G. (2002): Atrial fibrillation: molecular biology bases. In: Herz, Jg. 27,
H. 4, S. 301–305.
HECHT, S. (2008): Röntgendiagnostik in der Kleintierpraxis. 1. Aufl. Stuttgart:
Schattauer GmbH.
HEERINGA, J.; VAN DER KUIP, D. A.; HOFMAN, A.; KORS, J. A.; VAN HERPEN,
G.; STRICKER, B. H. (2006): Prevalence, incidence and lifetime risk of atrial
fibrillation: The rotterdam study. In: Eur Heart J., Jg. 27, H. 8, S. 949–953.
HEIN, L.; STEVENS, M. E.; BARSH, G. S.; PRATT, R. E.; KOBILKA, B. K.; DZAU, V.
J. (1997): A positive feedback loop contributes to the deleterious effects of
angiotensin. In: Proceedings of the National Academy of Sciences, Jg. 1997, H. 94,
S. 6391–6396.
HENNERSDORF, M. G. PERINGS C. KELM M. STRAUER B. E. (2001):
Vorhofflimmern. In: Internist, Jg. 42, S. 1631–1640.
HEROLD, G. (2002): Herzrhythmusstörungen. In Innere Medizin.
HIROSE, M.; TAKEISHI, Y.; NIIZEKI, T.; SHIMOJO, H.; NAKADA, T.; KUBOTA, I.;
NAKAYAMA J.; MENDE U.; YAMADA, M. (2009): Diacylglycerol kinaseζ inhibits
Gαq-induced atrial remodeling in transgenic mice. In: Heart Rhythm, Jg. 2009, H. 6,
S. 78–84.
HOLMES, J. R.; DARKE, P. G.; ELSE, R. W. (1969): Atrial fibrillation in the horse. In:
Vet J, Jg. 1, S. 211–222.
HUNTER, R. J.; SCHILLING, R. J. (2010): Long-term outcome after catheter ablation
for atrial fibrillation: safety, efficacy and impact on prognosis. In: Heart, Jg. 96, S.
1259–1263.
ISHII, M.; KURACHI, Y. (2003): Physiological actions of regulators of G-protein
signaling (RGS) proteins. In: Life Sci., Jg. 74, S. 163–171.
JAIS, P.; HAISSAGUERRE, M.L; SHAH, D. C.; CHOUAIRI, S. H.; GENCEL, L.;
HOCINI, M.; CLEMENTY, J. (1997): A Focal Source of Atrial Fibrillation Treated by
Discrete Radiofrequency Ablation. In: Circulation, Jg. 95, S. 572–576.
JOHANSSON, C.; VENNSTRÖM, B.; THORÉN, P. (1998): Evidence that decreased
heart rate in thyroid hormone receptor-alpha 1-deficient mice is an intrinsic defect. In:
Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol, Jg. 275, H. 2, S. 640–646.
160
Literaturverzeichnis
JONES, D. T.; REED, R. R. (1989): Golf: An olfactory neuron specific-G protein
involved in odorant signal transduction. In: Science, Jg. 244, S. 790–795.
KARP, G. (2005): Molekulare Zellbiologie. Berlin Heidelberg: Springer.
KERR, C. R.; HUMPHRIES, K.H.; TALAJIC, M.; KLEIN, G. J.; CONNOLLY, S,J,;
GREEN, M. (2005): Progression to chronic atrial fibrillation after the initial diagnosis
of paroxysmal atrial fibrillation: Results from the canadian registry of atrial fibrillation.
In: Am Heart J., Jg. 149, H. 3, S. 489–496.
KIRCHHOF, P.; ECKARDT, L. (2010): Ablation for atrial fibrillation: for whom and
how? In: Heart, Jg. 96, S. 1325–1330.
KIRCHHOF, P.; FABRITZ, L.; FORTMÜLLER, L.; MATHERNE, G.; BABA, H. A.;
SCHMITZ, W.; BREITHARDT, G.; NEUMANN, J.; BOKNIK, P. (2003): Decreased
chronotropic response to exercise and atrio-ventricular nodal conduction delay in
mice overexpressing the A1-adenosine receptor. In: Am J Physiol, H. 285, S. 145–
153.
KIRCHHOF, P.; FABRITZ, L.; ZWIENER, M.; WITT, H. SCHÄFERS M.;
ZELLERHOFF, S.; PAUL, M.; ATHAI, T.; HILLER, K. H.; BABA, H. A.;
BREITHARDT, G.; RUIZ, P.; WICHTER T.; LEVKAU, B. (2006): Age- and TrainingDependent Development of Arrhythmogenic Right Ventricular Cardiomyopathy in
Heterozygous Plakoglobin-Deficient Mice. In: Circulation, Jg. 114, S. 1799–1806.
KIRCHHOF, P.; SCHULZE-BAHR, E. (2003): Atrial fibrillation, thromboembolism, and
haemostasis: causal or casual associations? In: Thrombosis and Haemostasis, Jg.
90, H. 6, S. 967–1257.
KIRCHHOF, P.; BAX, J.; BLOMSTROM-LUNDQUIST, C.; CALKINS, H.; CAMM, A.
J.; CAPPATO, R.; COSIO, F.; CRIJNS, H.; DIENER, H. GOETTE, A.; ISRAEL, C.
W.; KUCK, K. H.; LIP, G. Y.; NATTEL, S.; PAGE, R. L.; RAVENS, U.; SCHOTTEN,
U.; STEINBECK, G.; VARDAS, P.; WALDO, A:; WEGSCHEIDER, K.; WILLEMS, S.;
BREITHARDT, G.(2009): Early and comprehensive management of atrial fibrillation:
executive summary of the proceedings from the 2nd AFNET-EHRA consensus
conference ‘research perspectives in AF’. In: European Heart Journal, H. 30, S.
2969–2980.
KIRCHHOF, P.; KAHR, P. C.; KAESE, S.; PICCINI, I.; VOKSHI, I.; SCHELD, H. H.;
ROTERING, H.; FORTMUELLER, L.; LAAKMANN, S.; VERHEULE, S.;
SCHOTTEN, U.; FABRITZ, L.; BROWN, N. A. (2011): PITX2c Is Expressed in the
Adult Left Atrium, and Reducing Pitx2c Expression Promotes Atrial Fibrillation
Inducibility and Complex Changes in Gene Expression. In: Circulation,
Cardiovascular Genetics, Jg. 4, S.123-133.
161
Literaturverzeichnis
KIRCHHOF, P.; MARIJON, E.; FABRITZ, L; WANG, N. W.; WANG, T.; SCHULTE;
HANSTEIN, J.; SCHULTE, J. S.; VOGEL, M.; MOUGENOT, N.; LAAKMANN,S.;
FORTMUELLER, L.; ECKSTEIN, J.; VERHEULE, S.; KAESE, S.; STAAB, A.;
GROTE-WESSELS, S.; SCHOTTEN, U.; MOUBARAK, G.; WEHRENS, X. H. T.;
SCHMITZ, W.; HATEM, S.; MÜLLER, F. U.(2011):Overexpression of cAMP-response
element modulator causes abnormal growth and development of the atrial
myocardium resulting in a substrate for sustained atrial fibrillation in mice. In:
IntJCardiol, 14053, in press
KNOLLMANN, B. C.; KIRCHHOF, P.; SIRENKO, S. G.; DEGEN, H.; GREENE, A. E.;
SCHOBER, T.; MACKOW, J. C.; FABRITZ, L.; POTTER, J. D.; MORAD, M. (2003):
Familial Hypertrophic Cardiomyopathy-Linked Mutant Troponin T Causes StressInduced Ventricular Tachycardia and Ca2+-Dependent Action Potential Remodeling.
In: CircRes Jg. 92, S.428-436.
KIRYU, K.; AMADA A.; KANEKO M.; SATOH H. (1974): Atrial fibrillation in the horse:
clinical and histopathological studies of two cases. 2 Formal pathogenesis. In: Exp
Rep Equine Hlth Lab, Jg. 11, S. 70–86.
KÖHLER, E.; TATARU, M. (2001): Klinische Echokardiographie. 5. Aufl.: Thieme
Verlag.
KORTE, T.; FUCHS, M.; GUENER, Z.; BONIN, J. V.; SOUSA, M.; NIEHAUS, M.;
TEBBENJOHANNS, J.; DREXLER, H.(2002): In-vivo electrophysiological study in
mice with chronic anterior myocardial infarction. In: J Interv Card Electrophysiol, Jg.
6, H. 2, S. 121–132.
KRAMER, K. VAN ACKER, S. A..; VOSS, H. P; GRIMBERGEN, J. A.; VAN DER
VIJGH, W. J.; BAST, A. (1993): Use of telemetry to record electrocardiogram and
heart rate in freely moving mice. In: J Pharmacol Toxicol Methods, Jg. 4, S. 209–215.
KRANZ, A.; DORNER, T.; HRABY, S.; WINTERSBERGER, W.; LUDWIG, C.;
GISINGER, C. (2005): Pathologien des rechten Atriums und der großen zuführenden
Gefäße. In: J Kardiol, Jg. 12, S. 33–36.
KRAUSS G. (2003): Biochemistry of Signal Transduction and Regulation. KGaA:
Wiley-VCH GmbH & Co.
KUNST, G.; MARTIN, E.; GRAF, B. M.; HAGL, S.; VAHL, C. F. (1999): Actions of
ketamine and its isomers on contractility and calcium transients in human
myocardium. In: Anesthesiology, Jg. 90, H. 5, S. 1363–1371.
LAMASSA, M.; DI CARLO, A.; PRACUCCI, G. (2001): Characteristics, outcome, and
care of stroke associated with atrial fibrillation in Europe: data from a multicenter
multinational hospital based registry. (The European Community Stroke Project). In:
Stroke, Jg. 32, S. 392–398.
LAMNERTZ, H.; LETHEN, H. (2007): Transösophageale Echokardiographie:
Lehratlas zur Untersuchungstechnik und Befundinterpretation. Stuttgart: Thieme
Verlag.
LANGE, M.; BRÖKING, K.; van AKEN, H.; HUCKLENBRUCH, C.; BONE, H. G.;
162
Literaturverzeichnis
WESTPHAL, M. (2006): Einsatz von Ketamin bei Sepsis und systemischen
Entzündungsreaktionen. In: Der Anästhesist, Jg. 55, H. 8, S. 883–891.
LAVALL, D. (2009): Bedeutung von Rac1 und Connective Tissue Growth Factor für
strukturelles Remodeling bei Vorhofflimmern. Betreut von Prof. Dr. med. U. Laufs.
Homburg/Saar. Universität des Saarlandes, Medizinische Fakultät.
LEE, S. B.; RHEE, S. G. (1995): Significance of PIP2 hydrolysis and regulation of
phospholipase C isoenzymes. In: Curr. Opin. Cell Biol., Jg. 7, S. 183–189.
LEE, S.H.; CHEN, S.A.; TAI, C.T.; CHIANG, C. E.; WEN, Z. C.I; CHENG, J. J.; DING,
Y. A.; CHANG M. S. (1998): Comparisons of Quality of Life and Cardiac Performance
After Complete Atrioventricular Junction Ablation and Atrioventricular Junction
Modification in Patients With Medically Refractory Atrial Fibrillation. In: Journal of the
American College of Cardiology, Jg. 31, S. 637–644.
LEWALTER, T.; LÜDERITZ B. (2000): Arzneimitteltherapie der
Herzrhythmusstörungen. In: Internist, Jg. 41, H. Suppl.1, S. 22–33.
LI, D. S.; FAREH, S.; LEUNG, T. K.; NATTEL, S. (1999): Promotion of atrial
fibrillation by heart failure in dogs -Atrial remodeling of a different sort. In: Circulation,
Jg. 100, S. 87–95.
LI, D.; FAREH, S.; LEUNG, T. K.; NATTEL, S. (1999): Promotion of Atrial Fibrillation
by Heart Failure in Dogs: Atrial Remodeling of a Different Sort. In: Circulation, Jg.
100, S. 87–95.
LIEBIG, S. K. (2008): POP1A, ein Gen der Popeye Familie, ist notwendig für die
Herzfrequenz-Adaptation an Belastung, Münster Uniklinikum, Diss.
LIP, G. Y. (1995): Does atrial fibrillation confer a hypercoagulable state? In: Lancet,
Jg. 346, S. 1313–1314.
LIP, G. Y.; TSE, H. F. (2007): Management of atrial fibrillation. In: Lancet, Jg. 370, S.
604–618.
LIP, G. Y. (1999): Thromboprophylaxis for atrial fibrillation. In: Lancet, Jg. 353, S. 4–
6.
LIU, H.; QU, X.; LIANG, Z.; CHEN, W.; XIA, W.I; SONG, Y. (2008): Variance of
DDAH/PRMT/ADMA pathway in atrial fibrillation dogs. In: Biochemical and
Biophysical Research Communications, Jg. 377, H. 3, S. 884–888.
LOMBARD, E. A. (1952): Electrocardiograms of small mammals. In: Am J Physiol,
Jg. 171, H. 1, S. 189–193.
LONDON B. (2001): Cardiac arrhythmias: from (transgenic) mice to men. In: J
Cardiovasc Electrophysiol., Jg. 12, S. 1089–1091.
LONDON, B.; BAKER, L. C.; LEE, J. S.; SHUSTERMAN, V.; CHOI, B. R.; KUBOTA,
T. (2003): Calcium-dependent arrhythmias in transgenic mice with heart failure. In:
Am J Physiol Heart Circ Physiol., Jg. 284, H. 2, S. 431–441.
163
Literaturverzeichnis
LOUIS, N.; EVELEGH, C.; GRAHAM, F. L. (1997): Cloning and sequencing of the
cellular – viral junctions from the human Adenovirus Type 5 transformed 293 cell line.
In: Virology, Jg. 233, S. 423–429.
LYNCH, C., III (1986): Differential depression of myocardial contractility by halothane
and isoflurane in vitro. In: Anesthesiology, Jg. 64, S. 620–631.
LYONS, G. E.; SCHIAFLINO, S.; SASSOON, D.; BARTON, P.; BUCKINGHAM, M.
(1990): Developmental Regulation of Myosin Gene Expression in Mouse Cardiac
Muscle. In: The Journal of Cell Biology, Jg. 1990, H. 111, S. 2427–2436.
MACHIDA, N.; YASUDA J.; TOO K. (1989): Three cases of paroxysmal atrial
fibrillation in the Thoroughbred newborn foal. In: Equine Vet J, Jg. 21, S. 66–68.
MAGGI, C. A.; MELI, A. (1986): Suitability of urethane anesthesia for
physiopharmacological investigations in various systems. Part 2: Cardiovascular
system. In: Cellular and Molecular Life Sciences, Jg. 42, H. 3, S. 292–297.
MAJEED, A.; MOSER, K.; CARROLL, K. (2001): Trends in the prevalence and
management of atrial fibrillation in general practice in england and wales. 1994-1998:
Analysis of data from the general practice research database. In: Heart., Jg. 86, H. 3,
S. 284–288.
MANOHAR, M.; GOETZ, T. E.; HUTCHENS, E.; CONEY, E. (1994): Atrial and
ventricular myocardial blood flows in horses at rest and during exercise. In: Am J Vet
Res, Jg. 55, S. 1464–1469.
MARINI, C.; SANTIS, F. DE; SACCO, S. (2005): Contribution of atrial fibrillation to
incidence and outcome of ischemic stroke: results from a population based study. In:
Stroke, Jg. 36, S. 1115–1119.
MARR, C. (1999): Cardiology of the Horse. London: W.B. Saunders.
MARUYAMA Y.; NISHIDA M.; SUGIMOTO Y.; TANABE S.; TURNER J.H.; KOZASA
T. et al. (2002): Ga12/13 mediates a1-adrenergic receptor-induced cardiac
hypertrophy. In: Circ Res, Jg. 91, S. 961-696.
MATHEW, J. P.; FONTES, M. L.; TUDOR, I. C.; RAMSAY J.; DUKE, P.; MAZER, C.
D.; BARASH, P. G.; HSU, P. H.; MANGANO, D.T. (2004): A multicenter risk index
for atrial fibrillation after cardiac surgery. In: JAMA, Jg. 291, S. 1720–1729.
MC GAVIN, D. M.; ZACHARY, J. F. (2009): Pathologie der Haustiere: Allgemeine,
spezielle und funktionelle Veterinärpathologie. 1. Aufl. München: Urban&Fischer
Verlag.
MENAUT, P.; BÉLANGER, M. C.; BEAUCHAMP, G.; PONZIO, N. M.; MOÏSE, N. S.
(2005): Atrial fibrillation in dogs with and without structural or functional cardiac
disease: A retrospective study of 109 cases. In: Journal of Veterinary Cardiology, Jg.
7, H. 2, S. 75–83.
MENDE, U.; KAGEN, A.; MEISTER, M.; NEER, E. J. (1999): Signal Transduction in
Atria and Ventricles of Mice With Transient Cardiac Expression of Activated G
Protein aq. In: Circ Res, Jg. 85, S. 1085–1091.
164
Literaturverzeichnis
MENDE, U.; KAGEN, A.; COHEN, A.; ARAMBURU, J.; SCHOEN, F. J.; NEER, E. J.
(1998): Transient cardiac expression of constitutively active Gaq leads to hypertrophy
and dilated cardiomyopathy by calcineurin-dependent and independent pathways. In:
Proc. Natl. Acad. Sci. USA, Jg. 1998, H. 95, S. 13893–13898.
MENDE, U.; SEMSARIAN, C.; MARTINS, D. C.; KAGEN, A.; DUFFY, C.; SCHOEN,
F. J.; NEER, E. J. (2001): Dilated Cardiomyopathy in Two Transgenic Mouse Lines
Expressing Activated G Protein _q: Lack of Dilated Cardiomyopathy in Two
Transgenic Mouse Lines Expressing Activated G Protein _q: Lack of Correlation
Between Phospholipase C Activation and the Phenotype. In: J Mol Cell Cardiol, Jg.
2001, H. 33, S. 1477–1491.
MEWIS, C.; NEUBERGER, H. R.; BÖHM, M.: Atrial fibrillation. In: Dtsch Med
Wochenschr., Jg. 131, S. 2843–2854.
MILANO, C. A.; DOLBER, P. C.; ROCKMAN, H. A.; BOND, R. A.; VENABLE, M. E.;
ALLEN, L. F.; LEFKOWITZ, R. J. (1994): Myocardial expression of a constitutively
active alB-adrenergic receptor in transgenic mice induces cardiac hypertrophy. In:
Proceedings of the National Academy of Sciences, Jg. 1994, H. 91, S. 10109–10113.
MITCHELL, G. F.; JERON, A.; KOREN, G. (1998): Measurement of heart rate and QT interval in the conscious mouse. In: Am J Physiol Heart, Jg. 274, S. H747-751.
MITTEN, L. A. (1996): Cardiovascular causes of exercise intolerance. In: Vet. Clin.
North Am. Equine Pract., Jg. 12, S. 473–494.
MOE, G.K. (1962): On the multiple wavelett hypothesis of atrial fibrillation. In:
Arch Int Pharmacodyn Ther, Jg. 140, S.183–188.
MORRIS, D. D.; FREGIN, G. F. (1982): Atrial fibrillation in horses: factors associated
with response to quinidine sulfate in 77 clinical cases. In: J Am Vet Med Assoc, Jg.
197, S. 339–349.
MUELLER, F. U.; LEWIN, G.; BABA, H. A.; BOKNIK, P.; FABRITZ, L.;
KIRCHHEFER, U. ; KIRCHHOF, P.; LOSER, K.; MATUS, M.; NEUMANN, J.;
RIEMANN, B.; SCHMITZ, W.(2005): Heart-directed expression of a human cardiac
isoform of cAMP-response element modulator in transgenic mice. In: J Biol Chem.,
Jg. 280, H. 8, S. 6906–6914.
MUIR, W. W.; REED, S. M.; MCGUIRK; S.M. (1990): Treatment of atrial fibrillation in
horses by intravenous administration of quinidine. In: Equine Am. Vet. Med. Assoc.,
Jg. 197, S. 1607–1610.
NATTEL, S. (2002): New ideas about atrial fibrillation 50 years on. In: Nature, Jg.
2002, H. 415, S. 219–226.
NATTEL, S. (2008): G-protein signaling and arrhythmogenic atrial remodeling:
Relevance to novel therapeutic targets in atrial fibrillation. In: Heart Rhythm, Jg.
2008, H. 6, S. 85–86.
HARRISON, N.; WALLACE B. MENDELSON, W. B.; DE WIT H. (2000) Barbiturates.
In: Psychopharmacology, Bd. 4, S. CH.69.
165
Literaturverzeichnis
NELSON, R. W.; COUTO C.G. (2006): Innere Medizin der Kleintiere. 1. Aufl.
München, Jena: Urban und Fischer.
NOUJAIM, S. F.; PANDIT, S. V.; BERENFELD, O.; VIKSTROM, K.; CERRONE, M.;
MIRONOV, S.; ZUGERMAYR, M.; LOPATIN, A. N.; JALIFE, J. (2007): Up-regulation
of the inward rectifier K+ current (I K1) in the mouse heart accelerates and stabilizes
rotors. In: J Physiol, Jg. 578, S. 315–326.
NUYENS, D. (2006): Generation and characterization of a mouse model for a sodium
channel based long QT syndrome (LQT3), an inherited arrhythmogenic disease. 1.
Aufl. Leuven: Leuven University Press.
OFFERMANNS, S.; SCHULTZ, G. (1994): Complex information processing by the
transmembrane signaling system involving G proteins. In: Naunyn-Schmiedeberg's
archives of pharmacology, Jg. 350, S. 329-338.
OHMURA, H.; HIRAGA, A.; TAKAHASHI, T.; KAI, M.; JONES, J. H. (2003): Risk
factors for atrial fibrillation during racing in slow-finishing horses. In: J Am Vet Med
Assoc, Jg. 223, S. 84–88.
OLGIN, J. E.; SIH, H. J.; HANISH, S. et al (1998): Heterogeneous atrial denervation
creates substrate for sustained atrial fibrillation. In: Circulation, Jg. 98, S. 2608–2614.
OLSON, T. M.; MICHELS, V. V.; BALLEW, J. D.; REYNA, S. P.; KARST, M. L.;
HERRON, K. et alJ (2005): Sodium channel mutations and susceptibility to heart
failure and atrial fibrillation. In: JAMA., Jg. 26, H. 4, S. 447–454.
PAGE P. L, PLUMB V. J OKUMURA K., WALDO A. L (1986): A new model of atrial
flutter. In: J Am Coll Cardiol, Jg. 8, S. 872–879.
PAGE, R. L.; WILKINSON, W. E.; CLAIR, W. K.; MCCARTHY, E. A.; PRITCHETT EL
(1994): ACC/AHA/ESC 2006 guidelines for the management of patients with atrial
fibrillation--excutive summary. In: Rev Port Cardiol., Jg. 26, H. 4, S. 383–446.
PAGEL, P. S.; KAMPINE, J.P; SCHMELING, W. T.; WARLTIER, D. C. (1991):
Comparison of the systemic and coronary hemodynamic actions of desflurane,
isoflurane, halothane, and enflurane in the chronically instrumented dog. In:
Anesthesiology, Jg. 74, S. 539–551.
PANCRAZIO, J. J. (1996): Halothane and isoflurane preferentially depress a slowly
inactivating component of Ca2+ channel current in guinea-pig myocytes. In: Journal
of Physiology, Jg. 494, S. 91–103.
PATTESON, M. W. (1996): Equine cardiology. 1-254 Bände. Oxford: Blackwell
Science.
HANLEY, P. J.; LOISELLE, D. S. (1998): Mechanisms of force inhibition by
halothane and isoflurane in intact rat cardiac muscle. In: Journal of Physiology, Jg.
506, S. 231–244.
PETERSEN, P. (1990): Thromboembolic Complications in Atrial Fibrillation. In:
Stroke, Jg. 21, S. 4–13.
166
Literaturverzeichnis
POULSEN NAUTRUP, C.; TOBIAS, R. (2007): Atlas und Lehrbuch der
Ultraschalldiagnostik bei Hund und Katze. 4. Aufl.: Schlütersche Verlag. Praktische
Echokardiographie. 2. Aufl. Lehrbuch und CD-rom mit Video-atlas (2006). Köln:
Deutscher Äerzte-Verlag GmbH.
REEF, V. B. REIMER J. M.; SPENCER, P. A. (1995): Treatment of atrial fibrillation in
horses: new perspectives. In: J Vet Intern Med, Jg. 9, S. 57–67.
REEF, V. B.; LEVITAN, C. W.; SPENCER, P. A.: Factors affecting prognosis and
conversion in equine atrial fibrillation. In: J Vet Intern Med, Jg. 9, S. 57–67.
REIL; J-C.; HOHL, M. OBERHOFER M.; KAZAKOV, A.; KAESTNER, L.; MUELLER,
P. et al. (2010): Cardiac Rac1 overexpression in mice creates a substrate for atrial
arrhythmias characterized by structural remodelling. In: Cardiovasc Res, Jg. 87, S.
485–493.
RICHARDS, A. G.; SIMONSON, E.; VISSCHER, M. G. (1953): Electrocardiogram
and phonogram of adult and newborn mice in normal conditions and under the effect
of cooling, hypoxia and potassium. In: Am J Physiol, Jg. 174, H. 2, S. 293–298.
ROTH, D. M.; SWANEY, J. S.; DALTON, N. D.; GIPLAN, E. A.; ROSS, J. (2002):
Impact of anesthesia on cardiac function during echocardiography in mice. In: Am J
Physiol, Jg. 282, S. H2134-2140.
ROTHBERGER, C.; WINTERBERG, H. (1914): Über Vorhofflimmern und
Vorhofflattern. In: Archiv Ges Physiol, Jg. 160, S. 42–90.
RUBANYANI, G. M.; POLOKOFF, M. A. (1994): Endothelins: molecular biology,
biochemistry, pharmacology, physiology and pathophysiology. In: Pharmacol Rev,
Jg. 46, S. 325–415.
RUSY, B. F.; KOMAI, H. (1987): Anesthetic depression of myocardial contractility: A
rewie of possible mechanisms. In: Anesthesiology, Jg. 67, S. 745–766.
RYAN, N. MARR, C. M. MCGLADDERY, A. J. (2005): Survey of cardiac arrhythmias
during submaximal and maximal exercise in Thoroughbred racehorses. In: Equine
Vet. J., Jg. 37, S. 265–268.
SABA, S.; JANCZEWSKI, A. M.; BAKER, L. C. et al (2005): Atrial contractile
dysfunction, fibrosis, and arrhythmias in a mouse model of cardiomyopathy
secondary to cardiac-specific overexpression of tumor necrosis factor{alpha}.cardiomyopathy secondary to cardiac-specific overexpression of tumor
necrosis factor-{alpha}. In: Am J Physiol Heart Circ Physiol, Jg. 289, S. H1456-1467.
SAMPSON, K. J.; TERRENOIRE, C.; CERVANTES, D. O.; KABA, R. A.; PETERS,
N. S.; KASS RS. (2008): Adrenergic regulation of a key cardiac potassium channel
can contribute to atrial fibrillation: evidence from an I Ks transgenic mouse. In: J
Physiol, Jg. 586, S. 627–637.
SATOH, M.; OGITA, H.; TAKESHITA, K.; MUKAI, Y.; KWIATKOWSKI, D. J.; LIAO, J.
K. (2006): Requirement of rac1 in the development of cardiac hypertrophy. In: Proc
Natl Acad Sci USA, Jg. 103, S. 7432–7437.
167
Literaturverzeichnis
SCHÖNFELDER, A.; RUPP, P.; ZERM, T. (2006): Ursachen und medikamentöse
Therapie von Vorhofflimmern und Vorhofflattern. In: Schweiz Med Forum; Jg. 6,
S.145–153
SCHOLZ J. (1989): Inositol trisphosphate, a new „second messenger“ for positive
inotropic effects on the heart? In: Klin. Wochenschr., Jg. 16, H. 5, S. 271–279.
SCHOLZ J.; SCHAEFER B.; SCHMITZ W.; SCHOLZ H.; STEINFATH M.; LOHSE
M.; SCHWABE, U.; PUURUNEN, J. (1988): Alpha-1 adrenoceptor-mediated positive
inotropic effect and inositol trisphosphate increase in mammalian heart. In: J
Pharmacol Exp Ther., Jg. 245, H. 1, S. 327–335.
SCHOTTEN, U.; VERHEULE, S.; KIRCHHOF, P.; GOETTE, A. (2011):
Pathophysiological Mechanisms of Atrial Fibrillation - A Translational Appraisal. In:
Ann Rev Physiol., Jg. 91, S. 265-325
SEAHORN, T. L.; HORMANSKI, C. E. (1993): Ventricular septal defect and atrial
fibrillation in an adult horse. In: J Equine Vet Sc, Jg. 13, S. 36–38.
SHARIFOV, O. F.; FEDOROV, V. V.; BELOSHAPKO, G. G.; GLUKHOV, A. V.;
YUSHMANOVA, A. V.; ROSENSHTRAUKH, L. V. (2004): Roles of adrenergic and
cholinergic stimulation in spontaneous atrial fibrillation in dogs. In: J Am Coll, Jg. 43,
S. 483–490.
SHI, Y.; DUCHARME, A.; LI, D.; GASPO, R.; NATTEL, S. (2001): Tardif JC.
Remodeling of atrial dimensions and emptying function in canine models of atrial
fibrillation. In: Cardiovasc Res, Jg. 52, S. 217–225.
SPIEKER, E. (2006): Gewebe-Doppler-Echokardiographie beim Pferd: Eine
Pilotstudie. Berlin: FU, Diss.
STADLER, P.; KROKER, K.; DEEGEN, E.: Echokardiographie und Therapie beim
Vorhofflimmern des Pferdes. In: Dtsch. Tierärztl. Wschr., Jg. 101, S. 190–194.
STEWART, S.; HART, C. L.; HOLE, D. J.; MCMURRAY, J. J. (2002): A populationbased study of the long-term risks associated with atrial fibrillation: 20-year follow-up
of the Renfrew/Paisley study. In: Am J Med., Jg. 113, S. 359–364.
STRAUCH, O. F.; STYPMANN, J.; REINHECKEL, T.; MARTINEZ, E.; HAVERKAMP,
W.; PETERS, C. (2003): Cardiac and ocular pathologies in a mouse model of
mucopolysaccharidosis type VI. In: Pediatr Res, Jg. 54, S. 701–708.
STYPMANN, J.; GLÄSER, K.; ROTH, W.; TOBIN, D. J.; PETERMANN, I.;
MATTHIAS, R.; MÖNNIG, G.; HAVERKAMP, W.; BREITHARDT, G.; SCHMAHL, W.;
PETERS, C.; REINHECKEL, T.(2002): Dilated cardiomyopathy in mice deficient for
the lysosomal cysteine peptidase cathepsin L. In: PNAS, Jg. 99, S. 6234–6239.
SUGDEN, P.H.; CLERK, A. (1998): „Stress-Responsive“ Mitogen-Activated Protein
Kinases (c-Jun NTerminal Kinases and p38 Mitogen-Activated Protein Kinases) in
the Myocardium. In: Circulation Research, Jg. 83, S. 345–352.
SUNAHARA, R. K. DESSAUER, C. W. GILMAN, A. G. (1996): Complexity and
diversity of mammalian adenylyl cyclases. In: Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol., Jg.
36, S. 461–480.
168
Literaturverzeichnis
SUZUKI, A.; AIZAWA, K.; GASSMAYR, S.; BOSNJAK, Z. J.; KWOK, W. M. (2002):
Biphasic effects of isoflurane on the cardiac action potential: an ionic basis for
anesthetic-induced changes in cardiac electrophysiology. In: Anesthesiology, Jg. 97,
H. 5, S. 1209–1217.
SYRRIS, P.; WARD, D.; ASIMAKI, A.; SEN-CHOWDHRY, S.; EBRAHIM, H. Y.;
EVANS, A. et al. (2006): Clinical expression of plakophilin-2 mutations in familial
arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy. In: Circulation, Jg. 113, H. 3, S.
356–364.
TANAKA, N.; DALTON, N.; MAO, L.; ROCKMAN, H. A.; PETERSON, K. L.;
GOTTSHALL, K. R. et al. (1996): Transthoracic echocardiography in models of
cardiac disease in the mouse. In: Circulation, Jg. 94, H. 5, S. 1109–1117.
TAUSSIG, R.; GILMAN, A. G. (1995): Mammalian membrane-bound adenylyl
cyclases. In: J. Biol. Chem., Jg. 270, S. 1–4.
TAYLOR, F. G.; WOTTON, P. R.; HILLYER, M. H.; BARR, F. J.; LUCKE, V. M.
(1991): Atrial septal defect and atrial fibrillation in a foal. In: Vet Rec, Jg. 128, S. 80–
81.
THE STROKE RISK IN ATRIAL FIBRILLATION WORKING GROUP (2007):
Independent predictors of stroke in patients with atrial fibrillation. In: Neurology, Jg.
69, H. 6, S. 546–554.
TSAI, C. T.; LAI, L.P.; LIN, J.L.; CHIANG, F.T.; HWANG, J. J.; RITCHIE, M.D.;
MOORE, J. H.; HSU, K. L.; TSENG, C. D.; LIAU, C. S.; TSENG, Y. Z.(2004): Reninangiotensin system gene polymorphisms and atrial fibrillation. In: Circulation, Jg. 109,
S. 1640–1646.
VAN BRUNDEL, B. J.; GELDER, I.C.; HENNING, R. H.; TIELEMAN, R. G.
TUINENBURG, A. E.; WIETSES M.; GRANDJEAN, J. G.; VAN GILST, W. H.;
CRIJNS, H. J. G. M. et al (2001): Ion channel remodeling is related to intraoperative
atrial effective refractory periods in patients with paroxysmal and persistent atrial
fibrillation. In: Circulation, Jg. 103, H. 5, S. 684–690.
VAN GAGE BF, WALRAVEN C.; PEARCE, L.; HART, R. G.; KOUDSTAAL, P. J.;
BOODE, B. S. P.; PETERSEN, P. (2004): Selecting patients with atrial fibrillation for
anticoagulation. In: Circulation, Jg. 110, S. 2287–2292.
VAN GELDER, I. C.; CRIJNS, H. J. G. M.; TIELEMAN, R. G.; BRÜGEMANN, J.;
KAM, P. J. DE; GOSSELINK, A. T. M.L; VERHEUGT, F. W. A.; LIE K. I. (1996):
Chronic Atrial Fibrillation: Success of Serial Cardioversion Therapy and Safety of
Oral Anticoagulation. In: Archives of Internal Medicine, Jg. 156, S. 2585–2592.
VAN LOON, G. (2001): Atrial pacing and experimental atrial fibrillation in equines.
Gent: Universität Gent, Diss.
VAN LOON, G.; DEPREZ, P.; DUYTSCHAEVER, M.; FOONTEYNE, W.;
TAVERNIER, R.; JORDAENS, L. (2002): Effect of experimentally-induced chronic
atrial fibrillation in healthy ponies.In: The elite dressage and three-day event horse.
Conference on equine sports medicine and science 2002. S. 219-222.
169
Literaturverzeichnis
VAN LOON G. (2006) The irregular beat. Update on atrial fibrillation.
ECEIM resident meeting 2006, 1-9
VAUGHEN WILLIAMS, E.M. (1970): Classification of anti-arrhythmic drugs. In:
SANDE, E.; FLENSTED-JENSEN; E., OLESEN, K.H. Symposium on Cardiac
Arrhythmias. S. 449-472.
VAZIRI, S. M.; LARSON, M. G.; BENJAMIN, E. J.; LEVY D (1994):
Echocardiographic predictors of nonrheumatic atrial fibrillation. The framingham heart
study. In: Circulation, Jg. 89, H. 2, S. 724–730.
VERHEULE, S.; SATO, T.; EVERETT, T. 4TH et al (2004): Increased vulnerability to
atrial fibrillation in transgenic mice with selective atrial fibrosis caused by
overexpression of TGF-beta1. In: Circ Res, Jg. 94, S. 1458–1465.
VERHEULE, S.; WILSON, E.; BANTHIA, S. et al (2004): Direction-dependent
conduction abnormalities in a canine model of atrial fibrillation due to chronic atrial
dilatation. In: Am J Physiol Heart Circ Physiol, Jg. 287, S. H634-644.
VEST, J. A.; WEHRENS, X. H.; REIKEN, S. R.; LEHNART, S. E.; DOBREV, D.;
CHANDRA, P. et al (2005): Defective cardiac ryanodine receptor regulation during
atrial fibrillation. In: Circulation, Jg. 111, H. 16, S. 2025–2032.
VILLAREAL RP et al. (2004): Postoperative atrial fibrillation and mortality after
coronary artery bypass surgery. In: J Am Coll Cardiol., Jg. 43, S. 742–748.
WATSON, T.; SHANTSILA, E.; LIP, G. Y. H. (2009): Mechanisms of thrombogenesis
in atrial fibrillation: Virchow’s triad revisited. In: Lancet, Jg. 373, S. 155–166.
WEHRENS, X. H. T.; KIRCHHOFF, S.; DOEVENDANS, P. A. (2000): Mouse
electrocardiography: An interval of thirty years. In: Cardiovasc Res, Jg. 45, S. 231–
237.
WESTLING, J.; WESTLING, W.; PYLE, R. L. (2008): Epidemiology of Atrial
Fibrillation in the Dog. In: Journal of Applied Research in Veterinary Medicine, Jg. 6,
H. 3, S. 151–154.
WIJFFELS, M. C. E. F.; KIRCHHOF, C. J. H. J.; DORLAND, R.; ALLESSIE M. A.
(1995): Atrial Fibrillation Begets Atrial Fibrillation: A Study in Awake Chronically
Instrumented Goats. In: Circulation, Jg. 92, S. 1954–1968.
WILBER, D. J.; ARRUDA, M.; BHARATI, S. et al (1999): Circumferential Ablation of
Pulmonary Vein Ostia with an Ultrasound Ablation Catheder: Acute and Chronic
Studies in a Canine Model. In: Circulation, Jg. 100, S. I-373.
WOLF, S. (2009): Einfluss blutdrucksenkender Pharmaka auf die Ausbildung einer
ARVC bei heterozygot plakoglobindefizienten Mäusen, Hannover: tierärztl. Hochsch.,
Diss.
WONG, G. T.; GANNON, K. S.; MARGOLSKEE, R. F. (1996): Transduction of bitter
and sweet taste by gustducin. In: Nature, Jg. 381, S. 796–800.
170
Literaturverzeichnis
WOOD, M. A.; BROWN-MAHONEY, C.; KAY, G. N.; ELLENBOGEN K. A. (2000):
Clinical Outcomes After Ablating and Pacing Therapy for Atrial Fibrillation: A MetaAnalysis. In: Circulation, Jg. 101, S. 1138–1144.
WU D.; KATZ A.; LEE C. H.; SIMON M. I. (1992): Activation of phospholipase C by
alpha 1-adrenergic receptors is mediated by the alpha subunits of Gq family. In: J
Biol Chem., Jg. 267, H. 36, S. 25798–25802.
XIAO, H. D.; FUCHS, S.; CAMPBELL, D.; LEWIS, W:; DUDLEY, JR. S.C.; KASI, V.,
S.; HOIT, B. D.; KESHELAVA, G.; ZHAO, H.; CAPECCHI, M. R.; BERNSTEIN, K. E.
(2004): Mice with cardiac-restricted angiotensin-converting enzyme (ACE) have atrial
enlargement, cardiac arrhythmia, and sudden death. In: Am J Pathol, Jg. 165, S.
1019–1032.
YAMAMOTO, K.; YASUDA, J.; TOO, K. (1992): Arrhythmias in newborn
thoroughbred foals. In: Equine Vet J, Jg. 24, S. 169–173.
YOUNG, L. E. (2003): Physiological Society Symposium – The Athlete’s Heart
Equine athletes, the equine athlete’s heart and racing success. In: Experimental
Physiology, Jg. 88,5, S. 659–663.
YOUNG, L. E.; LOON, G. (2005): Editorial: Atrial fibrillation in Horses: New treatment
Choices for the New Millenium ? In: J. Vet. Intern. Med., Jg. 19, S. 631–632.
YUE, L. X.; MELNYK, P.; GASPO; R, WANG; ZG, NATTEL; S. (1999): Molecular
mechanisms underlying ionic remodeling in a dog model of atrial fibrillation. In: Circ
Res, Jg. 84, S. 776–784.
ZIPES, D. P. (1992): Genesis of cardiac arrhythmias: electrophysiological
considerations. in Heart Disease. Herausgegeben von E. (ed) Braunwald.
Philadelphia: W. B. Saunders, S. 588–627.
ZWIENER, M. (2006): Kardiale Phänotypisierung heterozygoter Plakoglobindefizienter Mäuse mittels Echokardiographie und Telemetrie. Hannover: tierärztl.
Hochsch., Diss.
171
Abbildungsverzeichnis
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 1: Vereinfachte Darstellung der vermuteten Signaltransduktionswege, die
bei einer kardialen Gαq-Protein-Überexpression eine Rolle spielen ........................ 30
Abbildung 2: Darstellung einer typischen Maus-EKG-Kurve..................................... 33
Abbildung 3: Schematische Darstellung des Aufbaus der Telemetrieanlage
(modifiziert nach ZWIENER, 2006, LIEBIG, 2008) ................................................... 39
Abbildung 4: Darstellung eines Radiotransmitters vor Implantation.......................... 40
Abbildung 5: Postoperatives Röntgenbild nach Transmitterimplantation .................. 42
Abbildung 6: Darstellung einer typischen Maus-EKG-Kurve und der gemessenen
Intervalle ................................................................................................................... 45
Abbildung 7: Versuchsaufbau sowie Lagerung und Fixation der Maus auf einer
Wärmeplatte mit integrierten EKG-Elektrodenplättchen während der
echokardiographischen Untersuchung (links via Rail-System unter
Rotlichtbestrahlung, rechts manuell) ........................................................................ 47
Abbildung 8: Beispielhafte echokardiographische Darstellung einer
Längsachsenansicht eines WT-Mausherzens (links) und schematische Darstellung
einer echokardiographischen Längsachsenansicht des Herzens (modifiziert nach
Köhler u. Tataru, 2001) (rechts)................................................................................ 48
Abbildung 9: Beispielhafte echokardiographische Darstellung einer Ansicht der
Trikuspidal-und Pulmonalklappe eines WT-Mausherzens (links) und schematische
Darstellung einer echokardiographischen Ansicht der Trikuspidal- und
Pulmonalklappe des Herzens (modifiziert nach Köhler u. Tataru, 2001) .................. 49
Abbildung 10: Beispielhafte echokardiographische Darstellung einer
Querachsenansicht eines WT-Mausherzens (links) und schematische Darstellung
einer echokardiographischen Querachsenansicht des Herzens (modifiziert nach
Köhler u. Tataru, 2001) (rechts)................................................................................ 50
Abbildung11: Beispielhafte echokardiographische Darstellung eines
rechtsventrikulären Ausflusstraktes eines WT-Mausherzens (links) und schematische
Darstellung einer echokardiographischen Ansicht eines rechtsventrikulären
Ausflusstraktes (von der parasternalen kurzen Achse ausgehend) des Herzens
(modifiziert nach KÖHLER u. TATARU 2001) (rechts) ............................................. 51
Abbildung 12: Beispielhafte echokardiographische Darstellung einer
Vierkammeransicht eines WT-Mausherzens (links) und schematische Darstellung
einer echokardiographischen Vierkammeransicht des Herzens (modifiziert nach
Köhler u. Tataru, 2001) (rechts)................................................................................ 52
Abbildung 13: Gemessene Rechtherzparameter modifiziert nach Foale 1986 ......... 55
Abbildung 14: Darstellung eines repräsentativen Oberflächen-EKGs einer WT-Maus
(oben) und einer Gαq-Protein überexprimierenden Maus mit VHF und eines WT im
Alter von 11 Wochen unter Isoflurananästhesie ....................................................... 65
Abbildung 15: Darstellung eines repräsentativen Oberflächen-EKGs einer GαqProtein überexprimierenden Maus und eines WT im Alter von 23 Wochen unter
Isoflurananästhesie .................................................................................................. 66
Abbildung 16: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT im Oberflächen-EKG unter Isoflurananästhesie
................................................................................................................................. 67
172
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 17: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen und Wildtypen im Oberflächen-EKG unter
Isoflurananästhesie .................................................................................................. 68
Abbildung 18: Minimale Herzfrequenzen verschiedener Altersstufen im Vergleich
zwischen Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen und WT unter
Isoflurananästhesie .................................................................................................. 70
Abbildung 19: Mittlere Herzfrequenzen verschiedener Altersstufen im Vergleich
zwischen Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen und WT unter
Isoflurananästhesie .................................................................................................. 71
Abbildung 20: Verlängertes PQ-Intervall bei Gαq-Protein überexprimierenden
Mäusen ..................................................................................................................... 73
Abbildung 21: Verlängerte PQ-Intervalle bei Gαq-Protein überexprimierenden
Mäusen baseline unter Isoflurananästhesie in verschiedenen Altersstufen ............. 74
Abbildung 22: Verlängerte P-Wellen-Dauer bei Gαq-Protein überexprimierenden
Mäusen baseline unter Isoflurananästhesie in verschiedenen Altersstufen ............. 75
Abbildung 23: Verlängerte QT-Intervalle bei Gαq-Protein überexprimierenden
Mäusen baseline unter Isoflurananäshesie beginnend mit der Altersstufe 12-15
Wochen .................................................................................................................... 76
Abbildung 24: Darstellung eines repräsentativen Oberflächen-EKGs einer GαqProtein überexprimierenden Maus und eines WT im Alter von 22 Wochen unter
Isoflurananästhesie nach Isoprenalinapplikation ...................................................... 77
Abbildung 25: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT im Oberflächen-EKG nach Isoprenalingabe . 78
Abbildung 26: Vergleich der Anteile von VHF-Episoden an der analysierten
Aufzeichnungszeit und der durchschnittlichen VHF-Episoden-Dauer bei Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT im Oberflächen-EKG baseline und nach
Isoprenalingabe ........................................................................................................ 80
Abbildung 27: Darstellung eines repräsentativen telemetrischen EKGs einer GαqProtein überexprimierenden Maus und eines WT..................................................... 82
Abbildung 28: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT im telemetrischen EKG, bei sich frei
bewegenden Tieren ohne Narkose........................................................................... 83
Abbildung 29: 24 Stunden-Profil der Herzfrequenz Gαq-Protein überexprimierender
Mäuse und vergleichbarer WT.................................................................................. 84
Abbildung 30: Verlängertes PQ-Intervall und verbreiterte P-Wellen bei Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen in der Telemetrie ........................................................ 86
Abbildung 31: Verlängerte PQ-Intervalle bei Gαq-Protein überexprimierenden
Mäusen baseline im telemetrischen EKG in der Altersgruppe < 12 Wochen und > 12
Wochen .................................................................................................................... 87
Abbildung 32: Verlängerte P-Wellen-Dauer bei Gαq-Protein überexprimierenden
Mäusen baseline im telemetrischen EKG in der Altersgruppe < 12 Wochen und > 12
Wochen .................................................................................................................... 88
Abbildung 33: Verlängerte QT-Intervalle bei Gαq-Protein überexprimierenden
Mäusen baseline im telemetrischen EKG in der Altersgruppe < 12 Wochen und > 12
Wochen .................................................................................................................... 89
173
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 34: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen und Wildtypen im Oberflächen-EKG nach
Isoprenalingabe und während der Telemetrieaufzeichnungen ohne Anästhesie...... 90
Abbildung 35: Vergleich der atrialen Extrasystolen zwischen WT und Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen im Alter > 12 Lebenswochen nach
Isoprenalinapplikation ............................................................................................... 91
Abbildung 37: Repräsentatives telemetrisches EKG einer Gαq-Protein
überexprimierenden Maus nach Isoprenalinapplikation mit AES .............................. 91
Abbildung 36: Vergleich der ventrikulären Extrasystolen zwischen WT und GαqProtein überexprimierenden Mäusen nach Isoprenalinapplikation ........................... 92
Abbildung 38: Repräsentatives telemetrisches EKG einer Gαq-Protein
überexprimierenden Maus nach Isoprenalinapplikation mit VES .............................. 93
Abbildung 39: Darstellung eines repräsentativen telemetrischen EKGs einer GαqProtein überexprimierenden Maus und eines WT während eines Airjet-Stress-Tests
................................................................................................................................. 94
Abbildung 40: Vergleich der atrialen Extrasystolen zwischen Wildtypen und GαqProtein überexprimierenden Mäusen während Airjet-Belastung ............................... 95
Abbildung 41: Repräsentatives telemetrisches EKG einer Gαq-Protein
überexprimierenden Maus während Airjet-Belastung mit AES und VES .................. 95
Abbildung 42: Repräsentatives telemetrisches EKG einer Gαq-Protein
überexprimierenden Maus während Airjet-Belastung mit VES ................................. 96
Abbildung 43: Darstellung eines telemetrischen EKGs einer Gαq-Protein
überexprimierenden Maus und zweier WT nach Carbacholapplikation .................... 97
Abbildung 44: Vergleich der atrialen Extrasystolen zwischen WT und Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen nach Carbacholapplikation ......................................... 98
Abbildung 45: Repräsentatives telemetrisches EKG einer Gαq-Protein
überexprimierenden Maus nach Carbacholapplikation ............................................. 99
Abbildung 46: Vergleich der ventrikulären Extrasystolen zwischen WT und GαqProtein überexprimierenden Mäusen nach Carbacholapplikation........................... 100
Abbildung 47: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT während des Oberflächen-EKGs unter
Isoflurananästhesie und im telemetrischen EKG ohne Anästhesie ........................ 101
Abbildung 48: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von VHF bei Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT während der Echokardiographie unter
Isoflurananästhesie ................................................................................................ 104
Abbildung 49: Beispielhafte dopplerechokardiographische
Flussgeschwindigkeitsprofile über der Mitralklappe einer Gαq-Protein
überexprimierenden Maus mit VHF und eines WT im Alter von 8 Wochen ............ 105
Abbildung 50: Echokardiographische Darstellung von Längsschnitten des Herzens
und M-Mode-Darstellungen der Aorta und des linken Vorhofes von Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT im Alter von 4 Wochen................................ 107
Abbildung 50a: Identische echokardiographische Darstellung von Längsschnitten des
Herzens und M-Mode-Darstellungen der Aorta und des linken Vorhofes von GαqProtein überexprimierenden Mäusen (unten) und WT (oben) im Alter von 4 Wochen
mit beispielhaft eingezeichneten Diametern und Flächen der linken Vorhöfe, wie sie
vermessen wurden ................................................................................................. 108
174
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 51: Vergleich der diastolischen und systolischen linken
Vorhofdurchmesser und der daraus resultierenden LA FS zwischen Gαq TG ohne
VHF, Gαq TG mit VHF und WT .............................................................................. 109
Abbildung 52: Vergleich der diastolischen und systolischen linken Vorhofflächen und
der daraus resultierenden LA FS zwischen Gαq TG mit AF, Gαq TG ohne AF und
Wildtypen ................................................................................................................ 110
Abbildung 53: Ratio von Herzgewicht und Körpergewicht Gαq-Protein
überexprimierender Mäuse und WT ....................................................................... 114
Abbildung 54: Ratio von RA-Gewicht, LA-Gewicht, RV-Gewicht und LV-Gewicht
Gαq-Protein überexprimierender Mäuse und WT ................................................... 115
Abbildung 55: Herzgewichte Gαq TG ohne VHF, Gαq TG mit VHF und WT .......... 117
Abbildung 56: Ratio von Herzgewicht und Körpergewicht Gαq TG ohne VHF, Gαq TG
mit VHF und WT ..................................................................................................... 118
Abbildung 57: Ratio von RA-Gewicht, LA-Gewicht, RV-Gewicht und LV-Gewicht
Gαq-Protein überexprimierender Mäuse mit VHF, ohne VHF und WT ................... 119
Abbildung 58: Ventrale Herzansicht Gαq-Protein überexprimierender Mäuse mit
atrialen Thromben ohne atriale Thromben und eines WT-Herzens im Vergleich ... 120
Abbildung 59: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von Thromben bei GαqProtein überexprimierenden Mäusen und WT während der Sektion ...................... 121
Abbildung 60: Beispielhafte echokardiographische Längsachsenansicht des Herzens
einer Gαq-Protein überexprimierenden Maus mit Thrombusformation im rechten
Vorhof und eines WT .............................................................................................. 122
Abbildung 61: Beispielhafte echokardiographische Querachsenansicht des Herzens
einer Gαq-Protein überexprimierenden Maus mit Thrombusformation im linken
Vorhof und eines WT .............................................................................................. 123
Abbildung 62: Vergleich der Häufigkeit des Auftretens von Thromben bei GαqProtein überexprimierenden Mäusen und WT während der Echokardiographie..... 124
Abbildung 63: Vergleich der Überlebenszeiten Gαq-Protein überexprimierender
Mäusen und WT ..................................................................................................... 125
Abbildung 64: Vereinfachte Darstellung der hypothetischen Mechanismen des
zellulären kardialen Remodelings und der Folgen der Aktivierung des Gqgekoppelten Signaltransduktionsweges ................................................................. 134
175
Tabellenverzeichnis
Tabellenverzeichnis
Tabelle 1: Klassifizierung der heterotrimeren G-Proteine nach ihren GαUntereinheiten (nach OFFERMANN und SCHULTZ, 1994, aktualisiert) ...........Fehler!
Textmarke nicht definiert.
Tabelle 2: Errechnete Werte aus echokardiographischen Daten.............................. 58
Tabelle 3: Anzahl der Mäuse in den einzelnen Versuchsgruppen .. Fehler! Textmarke
nicht definiert.
Tabelle 4: Oberflächen-EKG-Ergebnisse ausgewählter Parameter von Gαq-Protein
überexprimierende Mäusen und WT unter Isoflurananästhesie ..... Fehler! Textmarke
nicht definiert.
Tabelle 5: Herzfrequenzvergleich zwischen Gαq-Protein überexprimierenden
Mäusen und WT in Ruhe, unter Airjet-Belastung sowie baseline davor, nach
intraperitonealer Gabe von Isoprenalin sowie baseline davor und nach
intraperitonealer Gabe von Carbachol sowie baseline davor Fehler! Textmarke nicht
definiert.
Tabelle 6: Vergleich der Herzfrequenzveränderungen zwischen BaselineAufzeichnungen und unter Airjet-Belastung und nach intraperitonealer Gabe von
Isoprenalin und Carbachol bei Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen und WT
............................................................................. Fehler! Textmarke nicht definiert.
Tabelle 7: EKG-Ergebnisse ausgewählter Parameter von Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT im telemetrischen EKG bei sich frei
bewegenden Tieren ohne Narkose....................... Fehler! Textmarke nicht definiert.
Tabelle 8 Echokardiographieergebnisse ausgewählter Parameter von Gαq-Protein
überexprimierenden Mäusen und WT in den Altersgruppen < 12 Wochen und > 12
Wochen ................................................................ Fehler! Textmarke nicht definiert.
Tabelle 9: Vergleich der LV Masse von Gαq-Protein überexprimierenden Mäusen
und WT in den Altersgruppen < 12 Wochen und > 12 Wochen ermittelt per
Echokardiographie und Gravimetrie ..................... Fehler! Textmarke nicht definiert.
176
Abkürzungsverzeichnis
Abkürzungsverzeichnis
AES
Atriale Extrasystole
AF
Atrial Fibrillation
Ao
Aorta
Ao max PG
maximaler Aortenflussdruck
Ao MPG
durchschnittlicher Aortenflussdruck
Ao R-R
zeitl. Abstand zweier Aortenausschläge im Doppler
AoV
Aortenwurzeldurchmesser
AoVmax
maximale Flussgeschwindigkeit des Aortendopplers
AV-Knoten
Atrioventrikularknoten
BTK
Bruton-Tyrosinkinase
Ca2+
Calciumionen
COPD
Chronic Obstructive Pulmonary Disease
CTGF
Connective Tissue Growth Factor
DAD
Delayed Afterpolarisation
DAG
Diacylglycerin
DGKζ
Diacylglycerinkinase ζ
DNA
Desoxyribonucleinsäure
EDV
Enddiastolisches Volumen des linken Ventrikels nach
EF
Ejektionsfraktion des linken Ventrikels nach Teichholz
EKG
Elektrokardiogramm
ERKs
extrazelluläre Signale regulierte Kinasen
ESV
Endsystolisches Volumen des linken Ventrikels nach
FS
Linksventrikuläre Verkürzungsfraktion
GDP
Guanosindiphosphat
GPCR
G-Protein gekoppelter Rezeptor
G-Proteine
Guaninnucleotid-bindendes Protein
GTP
Guanosintriphosphat
Gαq TG
Gαq-Protein überexprimierenden Mäuse
HA
Hämagglutinin
177
Abkürzungsverzeichnis
HF
Herzfrequenz
HZV
Herzzeitvolumen
IP3
Inositoltriphosphat
ITO
4-AP-sensitiver Kaliumeinwärtsstroms
IVS
Interventrikuläres Septum
IVS
Interventrikuläres
IVSd/IVSs
prädiastolische/präsystolische
Septum
Wanddicken
des
interventrikulären Septums
JNKs
c-Jun NH2 terminale Kinasen
LA
Linkes Atrium
LA d
prädiastolisch gemessener linksatrialer Durchmesser
LA lav d
prädiastolische
zweidimensionale
Fläche
des
linken
zweidimensionale
Fläche
des
linken
Vorhofes
LA lav s
präsystolische
Vorhofes
LA s
präsystolisch gemessener linksatrialer Durchmesser
LV
Linker Ventrikel
LVEDd / LVEDs
linksventrikulärer Ventrikeldurchmesser in der Diastole
und in der Systole
LVET
Linksventrikuläre Ejektionszeit
LVOT
Linksventrikulärer Ausflusstrakt
LVW
Hinterwand des linken Ventrikels
LVWd / LVWs
prädiastolische/präsystolische
Wanddicken
linksventrikulären Kammerwand
MAPKs
Mitogen-aktivierte Kinasen
M-Mode
Time Motion Mode
MV A Punkt
Höchster Punkt der A-Welle im Mitraldoppler
MV Decel-Zeit
Dezelerationszeit der Mitralwelle in ms
MV E Punkt
Höchster Punkt der E-Welle im Mitraldoppler
MV E/A
Verhältnis von E Punkt zum A Punkt
MV max PG
maximale Flussgeschwindigkeit des Mitraldopplers
der
178
Abkürzungsverzeichnis
MV MPG
durchschnittlicher Mitralflussdruck
MV Vmax
Maximale Geschwindigkeit des Mitraldopplers
Na+
Natriumionen
NADPH
Nicotinsäureamid-Adenin-Dinukleotid-Phosphat
PCR
Polymerasekettenreaktion
PIP2
Phosphatidylinositol-4-5-bisphosphat
PKC
Proteinkinase C
PLCβ
Phospholipase Cβ
PV max PG
durchschnittlicher Pulmonalflussdruck
PV MPG
durchschnittlicher Pulmonalflussdruck
PV Vmax
maximale Flussgeschwindigkeit des Pulmonaldopplers
PW-Doppler
Doppler im “Pulsed Waved“-Modus
RA
Rechtes Atrium
RMV
Real Time Micro Visualization
ROS
reaktive Sauerstoffspezies, Reactive oxygen species
RV
Rechter Venrikel
RVd lav/ RVd sav
diastolische Fläche des rechten Ventrikels gemessen im
Längsachsenansicht/ Querachsenansicht
RVDd
diastolischer
rechtsventrikulärer
Diameter
in
der
Längsachsenansicht
RVDV
Rechtsventrikuläres
diastolisches
Volumen
nach
Wübbeling
RVIT3
Durchmesser des Einflusstraktes des rechten Ventrikels in
der Diastole
RVLAX
Länge des rechten Ventrikels in der Diastole
RVOT
Rechtventrikulärer Ausflusstrakt
RVOT1/ RVOT3
präsystolischer
Durchmesser
Ausflusstraktes
bei
des
gleichzeitiger
rechtsventrikulären
Darstellung
Trikuspidalklappe/ vom Querschnitt ausgehend
RVSAX
Breite des rechten Ventrikels in der Diastole
RYR
Ryanodinrezeptor
der
179
Abkürzungsverzeichnis
SR
Sinusrhythmus
Src
Steroid Receptor Coactivator
SV
Schlagvolumen
TG
Transgenes Tier
TGFβ1
Transforming Growth Factor β1
TNFα
Tumornekrosefaktor-α
Trikus/TV
präsystolischer Durchmesser der Trikuspidalklappe
TV A Punkt
Höchster Punkt der A-Welle im Trikuspidaldoppler
TV max
Maximale Geschwindigkeit des Trikuspidaldopplers
TV max PG
maximaler Trikuspidalflussdruck
TV MPG
durchschnittlicher Trikuspidalflussdruck
Vcf
Zirkuläre Faserverkürzung
VES
Ventrikuläre Extrasystole
VHF
Vorhofflimmern
VTI
Geschwindigkeits-Zeit-Integral
WT
Wildtyp
α-MHC
α-Myosin-Schwere-Ketten
180
Anhang
Anhang
Geräte
EKG-Gerät
Megacart (1993, Siemens, Erlangen)
AC 264 EKG Verstärker (EMKA Technologies, Paris)
ITF16 EKG Verstärker (EMKA Technologies, Paris)
Selbstangefertigte Schlaufenelektroden aus dünnem Stahldraht
Telemetrieanlage
Transmitter DSI TA10 EA-F20 (Data Science, St. Paul, MN)
Receiver RA1010 (Data Science, St. Paul, MN)
Standardcomputer
Input-Matrix
Output-Matrix
Ultraschallgeräte
Vevo 770 System (VisualSonics, Inc., Toronto)
RMVTM Scanheads
RMV704 20-60 MHZ
RMV706 20-60 MHZ
RVM707 15-45 MHZ
Vevo 2100 System (VisualSonics, Inc., Toronto)
MikroScanTM Scanhead MS400 18-38 MHZ
Imaging Station
Vevo Imaging Station (VisualSonics, Inc., Toronto)
Zentrifuge
181
Anhang
Labofuge III (Heraeus)
Schermaschine
Golden A4, Model 5-55E (Oster, USA)
Elektrischer Rasierer
Braun, SilkFinish, Modell 5363 (Braun GmbH, Kronberg)
Waage
Sartorius CP 3202 S (Sartorius AG, Göttingen)
Präzisionswaage
Radio/Magnet
Phapsody®, RY-103/H, AM/FM Radio, Dual Sound
Magnet (DSI, Data Science International)
Software
Iox 1.6.7. Cardiology Research Software (EMKA Technologies, Paris)
ecg Auto 2.1.4.26 Multi-species Multi-leads Analysis Software (EMKA Technologies,
Paris)
Vevo 770 Application, Version 2.3.0 (VisualSonics, Inc., Toronto)
Vevo 2100 Application, Version 1.0.0 (VisualSonics, Inc., Toronto)
Predictive Analytics Software (PASW) Statistics Version 18 (SPSS INC.,Chicago)
Verbrauchsmaterialien
Desinfektion
Neo-Kodan, farblos (Schülke&Mayr, Norderstedt)
182
Anhang
Handschuhe
SAFESKIN*PFE, Größe M (Kimberly-Clark, Belgien)
SAFESKIN*Satin Plus*, Größe S (Kimberly-Clark, Belgien)
Kanülen
Terumo® Neolus 27G, 0,4 mm (TERUMO EUROPE N.V., Leuven, Belgien)
Terumo® Luer 18G, 0,4 mm (TERUMO EUROPE N.V., Leuven, Belgien)
Klebeband
Leukosilk® (BSN medical GmbH&Co.KG, Hamburg)
Leukoplast® (BSN medical GmbH&Co.KG, Hamburg)
Leukofix® (BSN medical GmbH&Co.KG, Hamburg)
Medikamente
Baytril® 10% (Bayer, Leverkusen)
Ibuflam® 2% Sirup (Lichtenstein Pharmazeutika, Mühlheim-Kärlich)
Bepanthen® Augen- und Nasensalbe (Hoffmann-La Roche AG, Grenzach-Wyhlen)
Stereofundin ® (Braun, Melsungen)
Isoproterenol® Isoprenalin (Sigma-Aldrich Chemie GmbH, Steinheim)
Carbachol Carbaminoylcholin
Nahtmaterial
Ethicon PROLENE®, 4/0 (1,5 metric), P-3,45 cm (Johnson+Johnson Intl, Brüssel)
Ethicon VICRYL®, 4-0 (1,5 metric), P-3 (13,0 mm 3/8c) (Johnson+Johnson Intl,
Brüssel)
Narkose-Geräte
RUS-13-GA Inhalationsnarkose System (FMI Föhr Medical Instruments, SeeheimOber Beerbach)
183
Anhang
Narkotika
Xylazin® 2% (CEVA Tiergesundheit GmbH, Düsseldorf)
Ketamin 10% (CEVA Tiergesundheit GmbH, Düsseldorf)
Isofluran Curamed (250ml, CuraMED Pharma GmbH, Karlsruhe)
OP-Unterlagen
klinidrape® (Mölnlycke Health Care OY Fin, Finnland)
Speichermedien
Platinum® CD-R 80 min/700 MB
Spritzen
Omnifix-® F 1ml (Braun, Melsungen)
Amefa-Einmalspritzen, 20 ml (Braun, Melsungen)
Ultraschallgel
Aquasonic ® 100 (Parker Laboratories, INC, Fairfield)
Sonstiges
EKG-Papier, handelsüblich
Enthaarungscreme Pilca® med (ASID BONZ GmbH, Böblingen)
Sprühpflaster (Johnson + Johnson, Norderstedt)
Plastikröhrchen (50 ml) mit Schraubverschluss (Sarstedt, Nümbrecht)
Papiertücher KIMWIPES® Lite (Kimberly-Clark, Belgien)
Elektrodencreme (Marquette Hellige GmbH, Freiburg)
184
Anhang
Danksagung
An dieser Stelle möchte ich mich ganz herzlich bei allen, die mich, in welcher Form
auch immer, unterstützt und so zum Gelingen dieser Arbeit beigetragen haben,
bedanken (und es waren so viele).
Mein besonderer Dank gilt:
Herrn Prof. Dr. Paulus Kirchhof und Frau PD Dr. Larissa Fabritz für die Überlassung
des Themas und die hilfreiche oft persönliche Unterstützung während der
Experimente und deren Auswertung. Des Weiteren für geduldige Betreuung auch
während der Anfertigung der Dissertation.
Herrn Prof. Dr. Gerhard Breves (Physiologisches Institut der Tierärztlichen
Hochschule Hannover) für die freundliche Betreuung und die unkomplizierte
Kooperation über die weite Entfernung hinweg.
Ein besonderes Dankeschön möchte ich Frau Dr. Lisa Fortmüller aussprechen, die
mich nicht nur in die Weiten und Tiefen der Echokardiographie der Maus eingeweiht
hat, sondern mir besonders als gute Freundin in jedem Sturm und jeder Flaute zur
Seite stand. Ich denke, dass dürfte bis ins hohe Alter so bleiben!
Nina Kreienkamp danke ich für tatkräftige Unterstützung während der Experimente,
beständige Erdung auch im schlimmsten Gewitter, ihr optimistisches Wesen und die
Gewissheit immer Hilfe zu bekommen, wenn man sie wirklich braucht.
Mein Dank gilt außerdem Marcel Tekook und Daniela Volkery für das
freundschaftliche Arbeitsklima und die detailreiche Einarbeitung in die Methodik der
Telemetrie.
Auch der restlichen Arbeitsgruppe möchte ich von ganzem Herzen danken für jede
Hilfsaktion und die stets herzliche Zusammenarbeit. Durch Euch stand ich niemals
alleine da und konnte schließlich das Schiff in den sicheren Hafen bringen.
Dem Personal der zentralen tierexperimentellen Einrichtung danke ich für die
liebevolle Pflege unserer Mäuse an Bord.
Außerdem danke ich aus tiefster Seele meinen Eltern, die mich schon während der
Studienzeit in jeder Hinsicht unterstützt haben und nicht müde werden ihrer so
großen Tochter unentwegt weiter mit Tat und Kraft beizustehen. Ohne Euch wäre
das alles nie möglich gewesen.
185
Anhang
Hier möchte ich auch meine liebe Schwiegermama und Willi miteinbeziehen, denen
ich tausendfach danke, dass sie immer für uns da sind und ohne die ich längst
entkräftet zusammengebrochen wäre.
Ein riesiges Dankeschön auch an meinen Mann Stefan Funk, der wahrscheinlich
nicht fassen kann, dass diese Arbeit tatsächlich beendet wurde, und oft sehr viel
Geduld mit mir haben musste. Aber immerhin haben wir uns neben dieser
Dissertation zeitgleich zwei wunderbare Söhne geschenkt, die jede gemeinsame
Minute fast noch toller machen. Schöner kann das Leben doch nicht sein!