broschuere_2002 (Teil B6) - Max-Planck

Forschungsgruppen
Auf den folgenden Seiten stellen sich die Forschungsgruppen
des Instituts einzeln vor. Zahlreiche Arbeitsgruppen mit speziellen Themen geben hier ebenso einen Einblick in ihre Forschung
wie die Abteilungen, die von den Direktoren des Instituts geleitet werden. Freilich erlaubt der begrenzte Raum keine umfassende Präsentation. Wer mehr wissen möchte, ist herzlich
eingeladen, die Forschungsgruppen im Internet zu besuchen.
Die Web-Adresse ist jeweils ganz unten auf der Seite zu finden.
17
Mitteilsame Nervenzellen
Hundert Milliarden Nervenzellen birgt das Nervensystem des Menschen – schätzungsweise,
es können auch ein paar mehr sein. Und die einzelnen Nervenzellen können jeweils mit
Tausenden von Nachbarn Kontakt aufnehmen. Aus kleinen Membranbläschen, den
Speichervesikeln, werden dabei spezielle Botenstoffe freigesetzt, die das Verhalten der
Nachbarzelle beeinflussen. Was sich dabei auf molekularer Ebene abspielt, gilt es im Detail
zu analysieren. Schließlich beruht auf solch molekularen Prozessen die Fähigkeit der
Nervenzellen, Informationen zu sammeln und zu verarbeiten – bis hin zu komplexen
Gehirnfunktionen wie Lernen und Gedächtnis.
An den reich verzweigten Auswüchsen einer
Nervenzelle (blau) sind Kontaktstellen mit anderen
Nervenzellen erkennbar (rot).
Dynamik und Modulation der
synaptischen Übertragung
B
ei der Kommunikation zwischen Nervenzellen werden die
Signale gewöhnlich mehrmals umgewandelt. Die eine
Zelle übersetzt die elektrischen Signale in chemische, die
nachfolgende Zelle übersetzt diese chemischen Signale dann wieder zurück in elektrische. Warum so umständlich? Im Prinzip
könnten sich die Nervenzellen auch einfach über elektrische Kontakte verständigen, und einige tun das tatsächlich. Eine chemische
Kommunikation hat jedoch den Vorteil, dass die Botenstoffe nicht
nur aktivierend wirken können. Manche dieser Transmitter üben
auch einen hemmenden Einfluss aus. Zudem sind die Kontaktstellen zwischen Nervenzellen – die Synapsen – bemerkenswert anpassungsfähig: Wenn eine längere Serie von elektrischen Signalen
dort eintrifft, werden selten alle gleich behandelt. Oft kommt im
Laufe der Zeit immer weniger bei der Nachbarzelle an. Mitunter
lässt sich aber auch ein gegenteiliger Effekt beobachten, die Signale werden mit zunehmender Intensität weitergegeben. Diese dynamische Komponente spielt bei der Informationsverarbeitung
eine wichtige Rolle. Doch was steckt auf der molekularen Ebene
dahinter? Das versuchen wir zu ergründen, indem wir den Informationstransfer gezielt manipulieren. Als Forschungsobjekt dient
uns eine besondere Synapse aus dem Hirnstamm von Säugetieren,
die sogenannte Held'sche Calyxsynapse. Die schüsselförmige Kontaktstelle ist hier so großzügig dimensioniert, dass wir nicht nur
das elektrische Potential messen und nach Wunsch verändern können. Wir können auch fluoreszierende Farbstoffe einschleusen sowie spezielle Substanzen, die Kalzium an sich binden und bei Beleuchtung freisetzen. So lässt sich zeigen, in welchem Maß mit
dem Kalziumgehalt die Wahrscheinlichkeit zunimmt, dass Botenstoffe ausgeschüttet werden. Botenstoffe können aber auch ihrerseits dafür sorgen, dass sich diese Wahrscheinlichkeit verändert.
Bislang ist noch unklar, ob sie dabei nur auf den Einstrom von Kalzium einwirken oder auch auf andere Komponenten der SignalMaschinerie.
Privatdozent Dr. Ralf Schneggenburger
Ralf Schneggenburger studierte Biologie
in Göttingen und Tübingen, ging dann an
die Universität Sevilla und promovierte 1993
am Max-Planck-Institut für biophysikalische
Chemie. Anschließend arbeitete er an der
Universität des Saarlandes in Homburg und
an der École Normale Supérieure in Paris.
1996 kam er zurück ans Max-Planck-Institut
für biophysikalische Chemie. Seit 2001
leitet er dort mit einem HeisenbergStipendium der Deutschen Forschungsgemeinschaft die Arbeitsgruppe
»Dynamik und Modulation der
synaptischen Übertragung«.
[email protected]
Schneggenburger, R., and E. Neher: Intracellular
calcium dependence of transmitter release rates at
a fast central synapse. Nature 406, 889-893
(2000).
Meyer, A.C., E. Neher and R. Schneggenburger:
Estimation of quantal size and number of functional active zones at the calyx of Held synapse
by nonstationary EPSC variance analysis. J.
Neurosci. 21, 7889-7900 (2001).
Eine Held'sche Calyxsynapse – die Abnahme der Fluoreszenzintensität über die Farben Blau bis Rot signalisiert eine Erhöhung der
intrazellulären Kalziumkonzentration. Zugleich werden mit einer Elektrode (rechts) die elektrischen Signale gemessen.
www.mpibpc.mpg.de/abteilungen/140/groups/sdm/
forschungsgruppen 57
Neurobiologie
Professor Dr. Reinhard Jahn
Reinhard Jahn studierte Biologie
und Chemie und promovierte 1981
an der Universität Göttingen. Von
1983 bis 1986 war er an der Rockefeller
University, New York, tätig, anschließend
am Max-Planck-Institut für Psychiatrie
(heute: Neurobiologie) in München. 1991
ging er als Professor an die Yale University
in New Haven, Connecticut, und
seit 1997 leitet er die Abteilung
»Neurobiologie« am Max-Planck-Institut
für biophysikalische Chemie.
Zugleich ist Reinhard Jahn
Honorarprofessor an der Fakultät für
Biologie der Universität Göttingen und
bleibt der Yale University als Adjunct
Professor verbunden. Im Jahre 1990
erhielt er den Max-PlanckForschungspreis, 2000 den
Leibniz-Preis der Deutschen
Forschungsgemeinschaft.
Interne Arbeitsgruppen:
Dr. Dirk Fasshauer,
Dr. Ulrich Kuhnt.
[email protected]
Sutton, B., D. Fasshauer, R. Jahn and A.T.
Brünger: Crystal structure of a SNARE complex
involved in synaptic exocytosis at 2.4 Å resolution. Nature 395, 347-353 (1998).
Xu, T., B. Rammner, M. Margittai, A.R. Artalejo, E.
Neher and R. Jahn: Inhibition of SNARE complex assembly affects kinetic components of exocytosis. Cell 99, 713-722 (1999).
Takamori, S., J.-S. Rhee, C. Rosenmund and R.
Jahn: Identification of a vesicular glutamate
transporter that defines a glutamatergic phenotype
in neurons. Nature 407, 189-194 (2000).
Lang, T., D. Bruns, D. Wenzel, D. Riedel, P.
Holroyd, C. Thiele and R. Jahn: SNAREs are concentrated in cholesterol-dependent clusters that
define docking and fusion sites for exocytosis.
EMBO J. 20, 2202-2213 (2001).
Über zahlreiche Synapsen (grün) steht diese Nervenzelle mit ihren Nachbarn
in Kontakt. Ursprünglich stammt sie aus dem Hippocampus, einem Teil des
Großhirns.
N
ervenzellen geben Signale mit Hilfe von Botenstoffen
weiter, die in Speichervesikel verpackt im Inneren der
Zelle bereitliegen. Soll eine Botschaft übermittelt werden, so verschmelzen einige Vesikel mit der Zellmembran. So einfach dieser Vorgang im Mikroskop erscheinen mag, so schwierig
wird er, wenn man die verantwortlichen Moleküle unter die Lupe
nimmt.
Um mehr über die molekularen Grundlagen der Membranfusion zu
erfahren, machen wir uns zunutze, dass Membranen nicht nur in
Nervenzellen fusionieren. Fusion ist ein universelles Phänomen,
das sich auch in jeder anderen Zelle beobachten lässt. Schließlich
werden biologische Membranen ständig umgebaut. Dabei
schnüren sie häufig kleine Bläschen ab, die sich dann in ein anderes Membransystem einfügen. Und wann immer Membranen
fusionieren, spielen spezielle Proteine, die sogenannten SNAREs,
eine Schlüsselrolle. Unterschiedliche Membranen benutzen allerdings ein jeweils unterschiedliches Sortiment.
Tückische Toxine
Im Mittelpunkt des Interesses stehen die SNAREs, die in Nervenzellen bei der Ausschüttung des Botenstoffs mitwirken. Auf ihre
Spur führten zwei gefürchtete bakterielle Giftstoffe: die BotulinusToxine und das Tetanus-Toxin. Botulinus-Toxine vereiteln die
Kommunikation zwischen Nervenzellen und Muskelfasern. Da sie
auf diese Weise auch die Atemmuskulatur lähmen, besteht
58 forschungsgruppen
www.mpibpc.mpg.de/abteilungen/190/
Erstickungsgefahr. Tetanus-Toxin greift dagegen im
Rückenmark ein. Dort bringt es Nervenzellen zum
Schweigen, die normalerweise die Muskelbewegungen unter Kontrolle halten. Dass die Muskeln daraufhin hemmungslos aktiv werden, ist für den Wundstarrkrampf, wie Tetanus auch genannt wird, charakteristisch. Doch ob Tetanus oder Botulismus, in
beiden Fällen haben es die Giftstoffe auf die SNAREs
kommen. Nach der Fusion sind diese Nanomaschinen
ausgepowert. Nun sind andere Proteine am Zug, um
die SNAREs wieder aus ihrer Umklammerung zu
lösen. Sie in einzelne Eiweißmoleküle aufzutrennen
kostet Stoffwechselenergie. Um gemeinsame Sache zu
machen, brauchen die SNAREs hingegen keine Unterstützung. Auch im Reagenzglas finden sie sich bereitwillig zu charakteristischen Komplexen zusammen.
Wenn Membranen miteinander verschmelzen, sind bestimmte Proteine, die SNAREs (blau, grün, rot), im Spiel.
abgesehen. Und wenn auch nur eines dieser Proteine
defekt ist, können die Vesikel nicht mehr mit der Zellmembran verschmelzen.
Kontaktfreudige SNAREs
Derzeit liegt der Forschungsschwerpunkt auf künstlich zusammengesetzten Vesikeln, die unter kontrollierten Bedingungen zum Fusionieren gebracht werden. So lassen sich die vielfältigen Faktoren, auf die es
dabei ankommt, in allen Einzelheiten untersuchen.
Außerdem arbeiten wir mit den Arbeitsgruppen von
Herrn Neher, Herrn Klingauf und Herrn Rosenmund
zusammen, wenn es darum geht, die Auswirkungen
von molekularen Veränderungen auf die synaptische
Übertragung zu untersuchen.
Gemeinsam mit anderen Forschergruppen galt es herauszufinden, wie die verschiedenartigen SNAREs zusammenarbeiten. Welche Funktion die einzelnen
Komponenten übernehmen, wurde ebenso untersucht
wie ihre räumliche Struktur. Darüber hinaus stellte
sich die Frage, welches molekulare
Inventar
steuernd
eingreift.
Schließlich sollen benachbarte
Membranen nicht wahllos fusionieren. Nervenzellen zum Beispiel
sollen ihre Botenstoffe nur dann
ausschütten, wenn sie eine Nachricht zu übermitteln haben.
Über die Kontrollmechanismen ist
noch wenig bekannt. Hingegen
gibt es schon recht präzise Vorstellungen darüber, wie die Fusion der
Membranen abläuft: Wenn passende SNAREs miteinander in Kontakt treten und sich ineinander
verhaken, verändern sie ihre
Form. Anscheinend üben sie dabei
eine solche Zugkraft aus, dass die
Membranen, in denen sie verDie Angriffspunkte der bakteriellen Giftstoffe sind durch Pfeile
markiert (TeNT = Tetanus-Toxin, BoNT = Botulinus-Toxine).
ankert sind, einander extrem nahe
forschungsgruppen 59
Mechanismen der
synaptischen Übertragung
Dr. Christian Rosenmund
Christian Rosenmund studierte Pharmazie
an der Universität Frankfurt/Main und
promovierte 1993 am Vollum Institute in
Portland, Oregon. Nach zwei Jahren am
Salk Institute, La Jolla, Kalifornien, kam er
1995 an das Max-Planck-Institut für
biophysikalische Chemie. Seit 1998 leitet er
dort als Heisenberg-Stipendiat die Arbeitsgruppe »Molekulare Mechanismen
der synaptischen Übertragung« in der
Abteilung »Membranbiophysik«.
[email protected]
Reim, K., M. Mansour, F. Varoqueaux, H.T.
McMahon, T.C. Südhof, N. Brose and C.
Rosenmund: Complexins regulate a late step in
Ca2+-dependent neurotransmitter release. Cell
104, 71-81 (2001).
Rosenmund, C., A. Sigler, I. Augustin, K. Reim, N.
Brose and J.-S. Rhee: Differential control of vesicle priming and short-term plasticity by Munc13
isoforms. Neuron 33, 411-425 (2002).
A
uch unsere Gruppe interessiert sich dafür, was auf molekularer Ebene geschieht, wenn Nervenzellen an den
Synapsen ihre Informationen weitergeben. Gewöhnlich
werden dabei elektrische Botschaften in chemische Botschaften
umgewandelt. Am Zellkörper erzeugt, gelangt das elektrische Signal über die Nervenfaser bis zur Synapse. Dort veranlasst es bestimmte Poren in der Zellmembran, sich zu öffnen und Kalzium
einströmen zu lassen. In der Zelle animiert das Kalzium dann die
Speichervesikel, mit der Zellmembran zu verschmelzen. So gelangen die darin gespeicherten Botenstoffe nach außen, wo sie mit der
benachbarten Nervenzelle in Kontakt kommen und an bestimmten
Empfänger-Proteinen andocken.
Bei diesem komplizierten Informationstransfer gilt unser besonderes Interesse den Vesikeln, in denen die Botenstoffe angeliefert
werden. Gemeinsam mit der Abteilung Neurobiologie konnten wir
bereits zwei Transporter-Proteine aufspüren, die solche Bläschen
mit dem Botenstoff Glutamat füllen.
Ein anderes Sortiment von Proteinen kommt ins Spiel, wenn sich
die Vesikeln an der Synapse startbereit machen. In Zusammenarbeit mit Wissenschaftlern des Max-Planck-Instituts für experimentelle Medizin entdeckten wir die sogenannten Munc13Proteine, die sich dabei als unentbehrlich erweisen. Weitere Proteine – die Complexine und
Synaptotagmin – scheinen an
der Verschmelzung der Membranen unmittelbar beteiligt zu
sein. Derzeit studieren wir, wie
sie von Kalzium aktiviert werden und auf andere Proteine
einwirken. Dabei untersuchen
wir Nervenzellen von Mäusen,
bei denen ein einschlägiges Gen
ausgeschaltet oder verändert
wurde. An den Folgen solcher
Manipulationen lässt sich ablesen, wofür ein bestimmtes
Protein normalerweise zuständig ist.
Eine Vielzahl spezieller Proteine ist
vonnöten, um Vesikel zu füllen, mit
der Zellmembran in Kontakt zu
bringen und zu verschmelzen.
60 forschungsgruppen
www.mpibpc.mpg.de/abteilungen/140/groups/mmcsf/
Mikroskopie der
synaptischen Übertragung
W
enn Nervenzellen eine Botschaft übermitteln, verschmelzen kleine Speichervesikel mit der Zellmembran und ergießen dabei spezielle Botenstoffe nach
außen. Ist eine Nervenzelle einigermaßen mitteilungsfreudig, gehen binnen kurzem sehr viele Vesikel diesen Weg. Entsprechend
zügig muss die Zellmembran recycelt werden – sonst würde sie
sich übermäßig ausdehnen und der Nachschub an Vesikeln bald
versiegen. Stellenweise stülpt sich die Membran deshalb nach innen, schnürt sich ab und bildet schließlich wieder Bläschen, die
mit Botenstoff gefüllt werden können. Wie dieses Recycling im Einzelnen abläuft, ist allerdings noch weitgehend ungeklärt. Denn bislang war es unmöglich, den Weg der Vesikel-Membran genau zu
vefolgen. Zwar liefert das Elektronenmikroskop sehr detaillierte
Bilder. Da es keine Untersuchungen an lebenden Zellen erlaubt,
muss man sich jedoch immer mit Momentaufnahmen begnügen.
Varianten der Fluoreszenz-Mikroskopie, wie sie an diesem Institut
entwickelt werden, eröffnen hingegen ganz neue Perspektiven. Mit
diesem technischen Know-how wollen wir den Vesikeln auf der
Spur bleiben.
Als Forschungsobjekt dienen uns Nervenzellen von Ratten, die wir
in Zellkulturen wachsen lassen. Dort bilden sie Synapsen aus, die
wir im Auge behalten, vom Transport der Vesikel zur Zellmembran
über die Verschmelzung der Membranen bis zum Recycling.
Elektronenmikroskopisches Bild einer Kontaktstelle
(Synapse), angefüllt mit zahlreichen Membranbläschen (Vesikeln), in denen der Botenstoff bereitliegt.
Dr. Jürgen Klingauf
Jürgen Klingauf studierte Biologie
und Physik in Hamburg und Bonn.
Anschließend ging er als Stipendiat des
Boehringer Ingelheim Fonds drei Jahre
an die Stanford University, Kalifornien,
und promovierte dann 1999 an der
Universität Göttingen in Physik. Seit 2000
leitet er die Arbeitsgruppe »Mikroskopie
der synaptischen Übertragung« in
der Abteilung »Membranbiophysik«
am Max-Planck-Institut für
biophysikalische Chemie.
[email protected]
Zwar sind die einzelnen Vesikel viel zu klein,
um sie mit einem Lichtmikroskop ausmachen
zu können, doch Veränderungen der Fluoreszenz-Eigenschaften geben Auskunft über ihr
Schicksal.
Pyramidalzelle aus dem Hippocampus des Rattengehirns in einer Zellkultur.
Rechts markiert ein Fluoreszenz-Farbstoff die Synapsen, jede etwa einen
tausendstel Millimeter groß. Wie Straßenlaternen säumen sie die Auswüchse der
Nervenzelle.
www.mpibpc.mpg.de/abteilungen/140/groups/most/
forschungsgruppen 61