Die Augenuntersuchung bei Kleintieren
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Für Studium und Praxis © Schattauer 2012 Die Augenuntersuchung bei Kleintieren B. K. Braus Chirurgische und Gynäkologische Kleintierklinik, Ludwig-Maximilians-Universität München Schlüsselwörter Key words Auge, Untersuchungsgang, Tier, Hund, Katze, Heimtier Eye, ocular examination, dog, cat, small animal Zusammenfassung Summary Der Artikel beschreibt einen praxisnahen Untersuchungsgang für die Augenuntersuchung von Kleintieren. Zu Beginn der Untersuchung erfolgen die Bestimmung des Signalements, eine ausführliche Anamneseerhebung sowie eine Allgemeinuntersuchung des Patienten. Bei der sich anschließenden speziellen Augenuntersuchung müssen auch bei einer vermeintlich einseitigen Erkrankung immer beide Augen untersucht werden. Entscheidend sind ein systematisches Vorgehen und die Suche nach der Ätiologie der Erkrankung. Eine Diagnose ergibt sich in den meisten Fällen bereits durch die Untersuchung. This article comprises a practical approach to the small animal ophthalmic examination. Initially, the signalment is evaluated followed by the general and specific clinical history and a general physical examination. The ocular examination should be performed in a detailed systematic manner and always comprises both eyes. A thorough examination technique is rewarding as a diagnosis can be reached in most cases. The subsequent search for the underlying aetiology is mandatory. Korrespondenzadresse Dr. Barbara K. Braus Klinik für Kleintierchirurgie, Augen- und Zahnheilkunde Veterinärmedizinische Universität Wien Veterinärplatz 1 1210 Wien, Österreich E-Mail: [email protected] Ophthalmic examination of small animals Tierärztl Prax 2012; 40 (K): 447–456 Eingegangen: 4. Juli 2012 Akzeptiert nach Revision: 6. November 2012 Einleitung Untersuchungsgang Das Auge ist ein faszinierendes Organ, das durch die Schönheit seiner verschiedenen Strukturen, etwa Iris, Netzhaut oder Sehnerv, besticht. Die Augenuntersuchung ist ein lohnendes Unterfangen, da sich Veränderungen von vielen okulären Strukturen (z. B. Lidern, Bindehaut und Hornhaut) rein adspektorisch darstellen. Die Diagnose lässt sich daher in vielen Fällen bereits nach der klinischen Untersuchung stellen. Andererseits besitzt das Auge nur eine geringe Toleranz gegenüber Erkrankungen (z. B. Entzündungen oder erhöhtem Augeninnendruck) und aus einer Fehldiagnose kann eine irreversible Erblindung resultieren. Nicht zuletzt deshalb kommt einem gründlich durchgeführten systematischen Untersuchungsgang große Bedeutung zu. Die Untersuchung darf nicht nach dem Erkennen des offensichtlichen Problems (z. B. Hornhautulkus) abgebrochen werden und muss stets beide Augen einbeziehen. Ein Muss ist ferner die Suche nach der Ursache der Erkrankung, um eine ätiologische Therapie statt einer rein symptomatischen Behandlung vornehmen zu können. Signalement Bei Augenerkrankungen spielt das Signalement (Tierart, Rasse, Alter, Geschlecht, Felllänge und -farbe) eine entscheidende Rolle. Oft ermöglichen diese Angaben schon vor der Untersuchung eine Einschätzung der vorliegenden Problematik. Das hilft beispielsweise auch bei telefonischer Konsultation, um die Dringlichkeit der Situation korrekt einzuschätzen. Als Beispiel sei der Basset mit rotem und schmerzhaftem Auge aufgrund eines Glaukoms genannt (akuter Notfall) oder die Perserkatze, die durch einen Hornhautsequester einen schwarzen Fleck auf dem Auge hat (meist kein akuter Notfall). Bei jungen Tieren kommen oft andere Augenerkrankungen vor als bei älteren. So finden sich ektopische Zilien beim jüngeren Tier (5), während ein durch eine endotheliale Dystrophie bedingtes Hornhautödem eher beim älteren Tier auftritt (17). Bei vielen Augenerkrankungen besteht eine erbliche Genese und die Manifestation erfolgt zu typischen Zeitpunkten. Die Kenntnis der häufigsten hereditären Augenerkrankungen und der davon betroffenen Rassen ist daher hilfreich. Tierärztliche Praxis Kleintiere 6/2012 Downloaded from www.tieraerztliche-praxis.de on 2017-06-02 | IP: 88.99.70.242 For personal or educational use only. No other uses without permission. All rights reserved. 447 448 B. K. Braus: Die Augenuntersuchung bei Kleintieren Abb. 1 Allgemeiner und spezieller Anamnesebogen Fig. 1 General and specific clinical history. Anamnese Eine standardisierte und ausführliche Anamneseerhebung gehört unabdingbar zum Untersuchungsgang. Als hilfreich erweist sich dabei ein vorgefertigtes Formular, das alle relevanten Fragen enthält (씰Abb. 1). Zunächst wird die allgemeine Anamnese erfasst, die beispielsweise Fragen zu Haltung, Impfung, Entwurmung, Fütterung oder systemischen Erkrankungen beinhaltet. Für Verletzungen am Auge sind unter Umständen andere Tiere (etwa die neue Katze im Haushalt) verantwortlich; ein roter Augenausfluss bei der Ratte kann eine systemische Ursache haben (28); Netzhautveränderungen bei der Katze beruhen möglicherweise auf einem fütterungsbedingten Taurinmangel (15). Auch systemische Vorbehandlungen und Vorerkrankungen sollten abgefragt werden. So kann die systemische Applikation von Sulfonamiden eine Keratoconjunctivitis sicca (26) verursachen oder ein Hund mit Polyurie/ Polydipsie und plötzlich trüb erscheinenden Augen an einer diabetischen Katarakt leiden (12). Nach der Erfassung der allgemeinen Anamnese wird die spezielle Anamnese erhoben. Welches Problem besteht wie lange und wie äußert es sich? Ist ein Auge oder sind beide Augen betroffen? Liegt Augenausfluss vor? Wenn ja, wie viel, wann tritt er auf, seit wann wird er beobachtet? Zeigt das Tier Juckreiz oder Anzeichen für Schmerzen? Oft ist dem Tierbesitzer nicht klar, dass ein Reiben mit der Pfote, ein Blepharospasmus oder ein insgesamt lethargisches Verhalten Anzeichen von Schmerzhaftigkeit darstellen. Hat der Besitzer Farbveränderungen des Auges bemerkt? Ist das Sehvermögen schlecht und wenn ja, gibt es einen Unterschied zwischen Tag- und Nachtsehen? Stößt das Tier beim Laufen an Gegenstände? Wurde bereits eine Behandlung vorgenommen und wenn ja, mit welchem Erfolg? Abb. 2 Der Augenuntersuchungsgang Fig. 2 The ophthalmic examination. Allgemeinuntersuchung Die Allgemeinuntersuchung liefert wichtige Hinweise auf mögliche zugrunde liegende Erkrankungen. Sie sollte daher bei der Erstuntersuchung eines Augenpatienten, gegebenenfalls auch bei Kontrolluntersuchungen durchgeführt werden. Vergrößerte Lymphknoten bei einer Katze mit einer Masse im Auge können beispielsweise auf ein Lymphom hindeuten, der Welpe mit subkonjunktivaler Einblutung und Blutbeimengungen im Kot leidet eventuell an einer Angiostrongylus-vasorum-Infestation (16). Untersuchung des Auges Die Augenuntersuchung sollte in einer logischen Reihenfolge ablaufen und die einmal eingeübte Reihenfolge sollte immer beibehalten werden. Dies verhindert, dass Teile der Untersuchung vergessen oder an falscher Stelle ausgeführt werden. Ein Vorgehen von Tierärztliche Praxis Kleintiere 6/2012 © Schattauer 2012 Downloaded from www.tieraerztliche-praxis.de on 2017-06-02 | IP: 88.99.70.242 For personal or educational use only. No other uses without permission. All rights reserved. B. K. Braus: Die Augenuntersuchung bei Kleintieren „außen nach innen“ und von „anterior nach posterior“ kann helfen, lückenhaftes Arbeiten zu vermeiden. Ein Beispiel für eine ungünstige Vorgehensweise ist die Durchführung des Fluoreszeintests zum Nachweis von Epithelschäden der Hornhaut vor der Untersuchung mit der Spaltlampe oder der Ophthalmoskopie. Die grüne Farbe kann bei großflächigen Erosionen die Untersuchung des Augeninneren unmöglich machen. Eine Gonioskopie (Betrachtung des Kammerwinkels) ist nach Gabe eines Mydriatikums nicht mehr möglich und auch die Messung des Augeninnnendrucks sollte davor geschehen. 씰Abbildung 2 veranschaulicht eine mögliche praxisorientierte Reihenfolge der Untersuchungsschritte. Ausrüstung Ein ruhiger, abdunkelbarer Raum sowie ein (idealerweise höhenverstellbarer) Tisch und ein Hocker stellen Grundvoraussetzungen für eine erfolgreiche Augenuntersuchung dar. Das Minimalequipment umfasst eine leistungsstarke fokale Lichtquelle (z. B. FinoffTransilluminator), ein direktes Ophthalmoskop, eine 30-Dioptrien-Linse, einen Schirmer-Tränentest, ein Lokalanästhetikum, einen Fluoreszeinfarbstoff, ein kurzwirksames Mydriatikum (Tropicamid), eine augenverträgliche Spüllösung (Kochsalzlösung oder destilliertes Wasser), Tupfer (z. B. sterile Stiltupfer sowie Tupfer für eine bakteriologische Untersuchung), Pinzetten (z. B. Bennet-Zilienpinzette oder von-Graefe-Pinzette), Objektträger, Skalpellklingen und Kanülen zur Spülung des Tränennasenkanals (z. B. Braunüle® ohne Mandrin). In Spezialpraxen stehen weitere Instrumente zur Verfügung. Hierzu gehören beispielsweise eine lichtstarke Spaltlampe, ein indirektes binokulares Ophthalmoskop, Ophthalmoskopielinsen unterschiedlicher Stärken, ein Tonometer, Gonioskopielinsen, eine Funduskamera, ein Ultraschallgerät (z. B. mit 10-MHz-Schallkopf), ein Elektroretinographiegerät oder ein Retinoskop. Patientenhandling Optimale Untersuchungsvoraussetzungen liefern die besten Ergebnisse. Generell gilt für das Handling: Weniger ist mehr. Idealerweise wird der Patient nahe an der Tischkante sitzend oder liegend mit dem Kopf dem Untersucher zugewandt positioniert. Der Helfer/Besitzer steht z. B. links neben dem Tier, unterstützt dessen Kinn locker mit der linken Hand; die rechte Hand liegt im Nacken des Patienten. Die Augen des Tieres sollten sich auf Höhe der Augen des Untersuchers befinden. Manche Tiere zeigen sich mit Besitzer kooperativer, andere eher ohne ihnen vertraute Personen. Ein gut sitzender Maulkorb oder eine fest angelegte Schlinge um den Fang ist bei aggressiven Hunden essenziell. Eine Sedation ist nur in seltenen Fällen nötig und kann die Untersuchung sogar wesentlich erschweren. Als Beispiele sind der hinderliche Nickhautvorfall durch Acepromazin oder die veränderte Pupillengröße nach Opiatgabe zu nennen. So bewirkt Morphin eine Mydriasis bei der Katze und eine Miosis beim Hund (11). Abb. 3 Die Adspektion beider Augen von oben ist hilfreich, um einen Exophthalmus zu erkennen. Im Bild ein posttraumatischer Exophthalmus des linken Auges mit Expositionskeratitis bei einem Hamster. Fig. 3 To verify a suspected exophthalmos the examination from above is helpful. This photo shows a posttraumatic exphthalmos with associated exposure keratitis of the left eye in a hamster. Die Untersuchung im Hellen Adspektion aus der Distanz Der Patient wird aus dem Abstand einer Armeslänge inspiziert ohne dabei den Kopf/die Augen zu manipulieren. So lassen sich die Symmetrie der Augen und des Kopfes, Lageveränderungen der Bulbi oculi, etwaiger Ausfluss (Quantität und Qualität – z. B. serös, mukös, purulent), Blepharospasmus, veränderte Blinzelfrequenz, Lage/Struktur/Veränderungen der Augenlider und des dritten Augenlids beurteilen. Besteht der Verdacht auf einen Exophthalmus, ist es hilfreich, die Augen/den Kopf von oben und nicht nur von vorn zu betrachten (씰Abb. 3). Manipulationen am Kopf sollten vermieden werden, da sie z. B. einen schmerz- oder abwehrbedingten Lidschluss induzieren können, der dem Untersucher einen Blepharospasmus vortäuscht. Auch die Lidkonformation kann durch Manipulation am Kopf verändert werden und eine korrekte Diagnose von Lidfehlstellungen verhindern. Schirmer-Tränentest Beim Kleintier wird in aller Regel der Schirmer-Tränentest I (STT I) durchgeführt, bei dem die Messung der Tränenproduktion ohne vorherige Applikation eines Lokalanästhetikums erfolgt. Der Teststreifen, der sich idealerweise in einer transparenten Einmalverpackung befindet, wird zur Vermeidung einer Kontamination noch in der Verpackung an der Einkerbung umgeknickt, dann aus der Verpackung entnommen und nach Evertierung des Unterlids im Bereich des lateralen Unterlids im Bindehautsack platziert, wo er eine Minute verbleibt (씰Abb. 4). Die Ablesung des Messwerts (Strecke in Millimeter) sollte sofort nach Entnahme des Streifens aus dem Bindehautsack erfolgen, da die Tränenflüssigkeit im Filterpapier weiter aufsteigen und so zu einem falsch hohen Wert führen kann. Ein blauer Farbstoffindikator erleichtert das Ablesen. Der STT I evaluiert die Menge der Tränenflüssigkeit im unteren Bindehautsack, die durchschnittliche Normalproduktion der © Schattauer 2012 Tierärztliche Praxis Kleintiere 6/2012 Downloaded from www.tieraerztliche-praxis.de on 2017-06-02 | IP: 88.99.70.242 For personal or educational use only. No other uses without permission. All rights reserved. 449 450 B. K. Braus: Die Augenuntersuchung bei Kleintieren palpebralen Oberfläche ermöglicht. Zur Inspektion der bulbären Oberfläche wird die Nickhaut nach Applikation eines Lokalanästhetikums mithilfe einer atraumatischen Pinzette (Bennet-Zilienpinzette oder von-Graefe-Pinzette) vorgezogen. Retropulsion Abb. 4 Der Schirmer-Tränentest-Streifen wird im unteren Bindehautsack platziert und eine Minute belassen. Der blaue Farbstoff (so beim angewandten Fabrikat vorhanden) hilft beim Ablesen. Fig. 4 The Schirmer tear test strip is placed within the lower conjunctival fornix for one minute. The blue colour facilitates the reading. Tränendrüsen sowie die Reflextränenproduktion, die durch die Reizung mit dem Teststreifen verursacht wurde. Der Schirmer-Tränentest II erfolgt nach vorheriger Gabe eines Lokalanästhetikums und ist in der Tiermedizin eher ungebräuchlich. Er misst die Menge der Tränenflüssigkeit im Bindehautsack sowie die normale Tränenproduktion. Bei Heimtieren wie Frettchen, Ratten oder Chinchillas ist der Phenolrot-Faden-Test (PRT) gebräuchlich (18). Durch seine kleinere Oberfläche eignet sich der Phenolrot-Faden besser zur Beurteilung der geringeren Menge an Tränenflüssigkeit und lässt sich leichter in die kleine Lidspalte der kleinen Heimtiere einbringen. Die Angabe des Messwerts erfolgt in Millimeter pro 15 Sekunden. Physiologische und pathologische Werte von STT und PRT sind in 씰Tabelle 1 dargestellt (20). Adspektion aus der Nähe Zur Betrachtung der Augen aus der Nähe ist eine fokale Lichtquelle hilfreich. Es kann ein Eindruck über die Lidkonformation sowie die Veränderungen der Adnexe und der Augenoberfläche gewonnen werden (씰Abb. 5). Die Lider sollten evertiert werden, um die Öffnungen der Meibom’schen Drüsen und die palpebrale Konjunktiva auf Veränderungen zu untersuchen. Die Tränenpünktchen befinden sich nahe der letzten Öffnung der Meibom‘schen Drüsen und des medialen Kanthus. Kaninchen haben nur ein unteres Tränenpünktchen (28). Die Nickhaut lässt sich durch leichten Druck auf den Bulbus vorverlagern, was eine Begutachtung ihrer Tierart Schirmer-Tränentest I Besteht Verdacht auf einen raumfordernden Prozess hinter dem Auge, kann bei geschlossenen Lidern vergleichend leichter Druck auf beide Bulbi oculi ausgeübt werden (씰Abb. 6). Beim Normalbefund können beide Augen gleich weit in die Orbita zurückverlagert werden; im Fall eines raumfordernden retrobulbären Prozesses ist die Retropulsion auf der erkrankten Seite limitiert bis aufgehoben und in manchen Fällen auch schmerzhaft. Eine rassebedingte reduzierte Retropulsion liegt bei brachyzephalen Hunden und Katzen vor (hier Normalbefund) (7). Das Öffnen des Fangs ist eine weitere Möglichkeit, den retrobulbären Raum zu evaluieren. Beim Normalbefund sollte dies nicht schmerzhaft sein. Bei bestimmten Erkrankungsprozessen (z. B. retrobulbären Abszessen) kann es schmerzhaft sein, da der Processus coronoideus der Mandibula Druck auf den veränderten retrobulbären Raum ausübt. Typischerweise tritt bei retrobulbären Prozessen auch eine Schwellung hinter dem letzten Oberkiefermolaren auf. Daher sollte bei einem Tier mit Exophthalmus auch die Maulhöhle (ggf. in Narkose) untersucht werden. Überprüfung des Sehvermögens und der retinalen Funktion Die Netzhaut wird oft mit einem Film in der Kamera verglichen – ohne Film kein Bild. Das Sehvermögen erfordert allerdings weit mehr als eine funktionierende Netzhaut. Das Bild muss zunächst die transparenten Medien des Auges passieren, um dann von der Netzhaut über die reizweiterleitenden Strukturen zum Sehzentrum im Cortex cerebri zu gelangen (23). Das Sehvermögen – vom Auge bis zum Sehzentrum im Gehirn und wieder zurück – wird durch Tests wie Drohreaktion, Wattebauschtest oder Hindernisparcours überprüft. Tests, die nur die Funktionsfähigkeit einer „Teilstrecke“ evaluieren, sind z. B. die Prüfung des Pupillarreflexes (vom Auge über das Mittelhirn und zurück) oder des Blendreflexes (20). Die Drohreaktion stellt den gebräuchlichsten Test zur Überprüfung der Sehfähigkeit eines Tieres dar. Unter Zuhalten des einen Auges werden „drohende“ Handbewegungen auf das zweite Auge zu ausgeführt. Eine Luftbewegung oder eine Berührung der Tasthaare muss dabei vermieden werden, da diese zu einem falsch positiven Ergebnis führen kann. Die positive Antwort ist das Blin- Phenolrot-Faden-Test physiologisch pathologisch physiologisch pathologisch Hund > 15 mm/min < 10 mm/min 29,3 ± 3,5 mm/15 s – Katze > 13 mm/min < 5 mm/min – – Kaninchen 5 ± 3 mm/min < 2 mm/min – – Meerschweinchen 0,36 ± 1,09 mm/min – 16 ± 4,7 mm/min < 10 mm/min Tab. 1 Tierartspezifische physiologische und pathologische Werte für den Schirmer-Tränentest I und den Phenolrot-Faden-Test (20) Table 1 Reference values for the Schirmer tear test I and the phenol red thread test in selected species (20). Tierärztliche Praxis Kleintiere 6/2012 © Schattauer 2012 Downloaded from www.tieraerztliche-praxis.de on 2017-06-02 | IP: 88.99.70.242 For personal or educational use only. No other uses without permission. All rights reserved. B. K. Braus: Die Augenuntersuchung bei Kleintieren Abb. 5 Die Untersuchung mit fokaler Lichtquelle aus der Nähe liefert bereits erste Informationen. Im Bild das rechte Auge eines Shih-Tzu mit folgenden Befunden: minimaler muköser Ausfluss, unvollständiger lateraler Lidrand nach einer alten Verletzung, aufgrund einer senilen Irisatrophie zerklüftetes Irisgewebe, miotische Pupille, kataraktbedingt getrübte Linse. Fig. 5 Close examination with a focal light source enables the examiner to obtain important information. The picture shows the right eye of a Shih-Tzu. There is minimal mucoid discharge, a lesion involving the lateral lid margin (posttraumatic), senile iris atrophy, a miotic pupil and an opaque lens due to cataract formation. Abb. 6 Die Retropulsion evaluiert den retrobulbären Raum. Dazu werden beide Augäpfel vergleichend durch die geschlossenen Lider nach hinten gedrückt. Bei Vorliegen eines retrobulbären Prozesses kann dies reduziert bis aufgehoben und zum Teil schmerzhaft sein. Fig. 6 To evaluate the retrobulbar space, a test called “retropulsion” is performed. Both eyes are forced backwards by transpalpebral digital pressure. This procedure can be limited and sometimes even painful in patients with retrobulbar disease. zeln. Eine positive Drohreaktion benötigt nicht nur funktionierende afferente Nervenbahnen (u. a. N. opticus, II. Gehirnnerv), sondern auch funktionierende efferente Nervenbahnen (u. a. N. facialis, VII. Gehirnnerv) (23). Ein Hund mit einer Fazialisparese und erhaltenem Visus zeigt eine negative Drohreaktion im klassischen Sinn, denn das Tier kann nicht blinzeln. Bei genauerer Betrachtung lässt sich bei diesen Tieren jedoch meistens ein Vorschnellen der Nickhaut beobachten, das durch ein reflexartiges Zurückziehen des Bulbus durch den M. retractor bulbi verursacht wird (verantwortlicher Nerv: N. abducens, VI. Gehirnnerv). Die Drohreaktion ist eine erlernte Antwort und daher bei Hunde- und Katzenwelpen erst ab einem Alter von ca. 3–4 Monaten vorhanden (24). Sehr stoische sehende Tiere (v. a. Katzen) reagieren mitunter auch nicht, werden aber oft durch vorherige Prüfung des Palpebralreflexes reaktiver (siehe unten). Bei Vögeln ist die Drohreaktion inkonsistent auslösbar, Kaninchen zeigen oft keine Reaktion. Eine positive Drohreaktion setzt Folgendes voraus: Die okulären Medien sind (zumindest relativ) klar, es liegt eine (zumindest partielle) Netzhautfunktion vor, die reizweiterleitenden Strukturen (Sehnerv, Chiasma opticum, Tractus opticus) sowie das Sehzentrum, das Kleinhirn und der N. facialis (Lidschluss) funktionieren. Die Drohreaktion lässt sich gut mit der Prüfung des Palpebralreflexes verbinden, die die Sensitivität der periokulären Strukturen (afferent: N. trigeminus, V. Gehirnnerv) und die Funktion des N. facialis (efferent) testet. Gleichzeitig macht das Antippen des lateralen und medialen Kanthus das Tier sensitiver auf die Handbewegungen der Drohreaktion. Weitere Sehtests sind der Hindernisparcours (im Hellen und Dunkeln mit einfachen Mitteln durchführbar, z. B. umgedrehten Papierkörben, dem Untersuchungstisch, Besenstielen etc.) oder der Wattebauschtest (das Tier soll dem lautlos herunterfallenden Objekt nachschauen) (20). Letztgenannter eignet sich auch bei Katzen gut, hat aber bei Patienten mit gutem Sehvermögen, die gestresst oder sehr stoisch sind, im negativen Fall keine Aussagekraft. Zur Prüfung des Sehvermögens kommt beim Hund ferner der „Treppentest“ in Betracht: Ein normal sozialisierter, orthopädisch gesunder Hund mit unbeeinträchtigtem Sehvermögen wird eine geschlossene, nicht zu steile Treppe hinab- und hinaufsteigen, ein visuell limitierter Hund weigert sich in aller Regel hinabzusteigen, ein blinder Hund nimmt die Treppe nicht wahr. Selbstverständlich muss dieser Test vor allem bei Verdacht auf Blindheit mit aller Vorsicht durchgeführt werden. Bei kleinen Tieren ist auch die visuelle Tischkantenprobe möglich: Die Tiere werden aufgehoben und einer flachen Oberfläche (z. B. dem Tisch) genähert. Ein sehendes Tier streckt die Extremitäten der Oberfläche entgegen. Blendreflex Der Blendreflex ist ein subkortikaler Reflex und seine Prüfung kein „Sehtest“, da das Sehzentrum im Kortex dabei nicht erfasst wird (20). Selbst Tiere in Narkose und solche mit zentraler Blindheit zeigen einen positiven Blendreflex. Zur Auslösung des Blendreflexes wird mit einer sehr hellen Lichtquelle in das Auge geleuchtet. Die positive Antwort ist ein Schließen der Lider. Grundsätzlich © Schattauer 2012 Tierärztliche Praxis Kleintiere 6/2012 Downloaded from www.tieraerztliche-praxis.de on 2017-06-02 | IP: 88.99.70.242 For personal or educational use only. No other uses without permission. All rights reserved. 451 452 B. K. Braus: Die Augenuntersuchung bei Kleintieren Abb. 7 Die Retroillumination ermöglicht die einfache Identifizierung von Trübungen im optischen System Auge. Eine fokale Lichtquelle wird auf Armeslänge in das Auge gerichtet. Der (in diesem Bild grüne) Fundusreflex leuchtet zurück; etwaige Trübungen erscheinen schwarz. Fig. 7 Retroillumination is an easily performed test to evaluate the eye for any opacity. A focal light source is used to obtain a fundic reflex (green in this dog); opacities appear black, as they hinder light reflexion. sind afferent der N. opticus sowie efferent der N. facialis involviert. Der genaue Verlauf der Reflexbahnen ist nicht erforscht (23). Dieser Reflex erweist sich vor allem dann als hilfreich, wenn das Auge trüb ist (z. B. bei maturer Katarakt, Hyphäma oder Hyalitis) und die Netzhaut nicht eingesehen werden kann. Die Drohreaktion zeigt sich in diesem Fall erwartungsgemäß negativ, während ein positiver Blendreflex Auskunft über eine möglicherweise vorhandene Netzhautfunktion gibt. Pupillarreflex Auch die Überprüfung des Pupillarreflexes ist kein „Sehtest“, sondern evaluiert die retinale Funktion, die afferente Reizweiterleitung bis zum Mittelhirn sowie die efferente Reizweiterleitung (N. oculomotorius, III. Gehirnnerv). Der Kortex ist nicht involviert, weshalb ein Tier mit rein kortikaler Blindheit einen Pupillarreflex aufweist (24). Zur Beurteilung der Pupillen werden beide Pupillen im Hellen und gegebenenfalls im abgedunkelten Raum auf Symmetrie, Weite und Form untersucht. Ein Tier mit einem einseitigen Horner-Syndrom kann z. B. im Hellen symmetrisch miotische Pupillen haben – damit ergibt der Pupillenvergleich im Hellen einen unauffälligen Befund. Im abgedunkelten Raum kommt es dagegen am gesunden Auge zu einer Pupillenerweiterung, während die Pupille des vom Horner-Syndrom betroffenen Auges miotisch bleibt – eine Anisokorie wird ersichtlich. Hilfreich zum Vergleich der Pupillengröße ist die Distanzbetrachtung mit dem direkten Ophthalmoskop (Einstellung: 0 Dioptrien, Abstand: eine Armlänge), die bei den meisten Tieren eine gleichzeitige Beurteilung beider Augen ermöglicht. Bei der Überprüfung des Pupillarreflexes (PR) wird ein Lichtstrahl auf ein Auge gerichtet und dabei beobachtet, inwiefern sich die Pupille dieses Auges (direkter PR) und die Pupille des kontralateralen Auges (indirekter PR) verengt. Der Pupillarreflex sollte sowohl direkt als auch indirekt prompt und vollständig erfolgen. Andernfalls kann man von einem verzögerten, unvollständigen oder nicht vorhandenen PR sprechen. Hilfreich für die Beurteilung des indirekten PR sind eine Hilfsperson, ein direktes Ophthalmoskop sowie eine starke Lichtquelle (z. B. Spaltlampenlicht). Im Dunkeln wird mit dem Ophthalmoskop (Einstellung: geringe Lichtintensität, um keinen Pupillarreflex auszulösen) die Pupille (z. B. links) betrachtet. Das direkte Ophthalmoskop hilft, die Pupillengröße durch den Fundusreflex exakt zu beurteilen. Jetzt leuchtet die Hilfsperson mit einer starken Lichtquelle in das Partnerauge (z. B. rechts). Daraufhin verengt sich beim Normalbefund auch die linke Pupille, was mit dem Ophthalmoskop sehr einfach evaluiert werden kann. Der indirekte PR kommt durch die Nervenfaserüberkreuzung im Chiasma opticum zustande. Bei den Haussäugetieren überkreuzen sich die Nervenfasern zu unterschiedlichen Prozentsätzen, beim Hund zu etwa 75%, bei der Katze zu ca. 65% (24). Bei Vögeln überkreuzen sich 100% der Nervenfasern, weshalb bei ihnen (wegen des fehlenden Austausches der Nervenfasern) ein indirekter Pupillarreflex fehlt. Zudem ermöglicht bei ihnen die quergestreifte Irismuskulatur eine willentliche Miosis (20). Die Untersuchung im abgedunkelten Raum Retroillumination Die Retroillumination ist ein sehr einfach durchzuführender Test, der einen Hinweis auf Trübungen im Auge liefert. Er wird vor der Untersuchung mit der Spaltlampe oder der Ophthalmoskopie vorgenommen. Zur Durchführung wird der Fundusreflex aufgesucht, indem das Auge mithilfe des direkten Ophthalmoskops oder einer fokalen Lichtquelle auf Armeslänge betrachtet wird (씰Abb. 7) (1). Bei den kleinen Haustieren ist der Fundusreflex durch die Reflexion des Tapetum lucidum beispielsweise blau (z. B. Hundewelpe), grün oder gelb (bei den meisten Hunden und Katzen), beim Menschen oder albinotischen Tieren durch das Fehlen eines Tapetum rot. Im Normalzustand trifft Licht durch die klaren optischen Medien des Auges auf den Fundus, wird hier reflektiert und tritt durch die klaren Medien wieder aus. Trübungen, egal welcher Art oder Farbe, werden in der Retroillumination dunkel bis schwarz erscheinen (9); als Beispiel seien Linsentrübungen (bei direkter Betrachtung weiß), Blutungen oder degenerative Veränderungen (z. B. vitreale Degenerationen) genannt. Um diese Trübungen im Auge näher zu lokalisieren, kann das so genannte Parallax-Verfahren durchgeführt oder mit der Spaltlampe weiter untersucht werden. Parallax-Verfahren Der Reflex eines Lichts auf der Hornhaut wird als Purkinje-Bildchen (oder Purkinje-Sanson‘sches Bildchen) beschrieben. Das Tierärztliche Praxis Kleintiere 6/2012 © Schattauer 2012 Downloaded from www.tieraerztliche-praxis.de on 2017-06-02 | IP: 88.99.70.242 For personal or educational use only. No other uses without permission. All rights reserved. B. K. Braus: Die Augenuntersuchung bei Kleintieren Purkinje-Bildchen ist auf der gesunden Hornhaut klar und nicht verzogen. Bei Tieren mit Hornhauterkrankungen zeigt sich ein verzogenes, „gebrochenes“ Purkinje-Bildchen (20). Neben der Hornhaut reflektieren die vordere und hintere Linsenkapsel im gesunden Auge das Licht. Diese Reflexionen werden im Parallax-Verfahren ausgenutzt, um Veränderungen im Auge zu lokalisieren. Hierbei bewegt sich der Untersucher samt Lichtquelle vor dem Tierauge. Die Reflexionen der Lichtquelle bewegen sich nun entsprechend ihrer Lokalisation: Liegt eine Veränderung vor der Pupillenebene (Kornea, Vorderkammer), verschiebt sich die Reflexion in Relation zum Pupillenrand entgegen der Bewegungsrichtung, bei Lokalisation hinter der Pupillenebene (Linsensubstanz, Glaskörper) im Sinne der Bewegungsrichtung; bei einer Lokalisation in der Pupillenebene verschiebt sich die Reflexion nicht (27). Spaltlampenuntersuchung Eine genauere Lokalisation einer Trübung ist mit einer Spaltlampe möglich. Die Spaltlampe stellt prinzipiell ein Biomikroskop dar (Vergrößerung der gebräuchlichsten Modelle: 10–16×), das aus einem (Bin-)Okular auf einem Haltegriff und einem schwenkbaren Arm mit Lichtquelle besteht (씰Abb. 8). Die Spaltlampe hat prinzipiell zwei Einstellungen: ein fokales rundes Licht, mit dem auf niedriger Lichtintensität vor allem die mikroskopische Funktion genutzt wird, um Strukturen optisch zu vergrößern. Damit lässt sich ein genaueres „Screening“ der Lider, Adnexe, Kornea etc. durchführen. Auch sehr kleine Strukturen, die mit dem bloßen Auge übersehen werden können (etwa ektopische Zilien, atretische Tränenpunkte), sind mit der Spaltlampe darstellbar. Die zweite Einstellung ist die Spalteinstellung. Mit dem Spalt und intensivem Licht wird das Auge optisch geschnitten; so ist die Lokalisation von Veränderungen möglich. Je weiter der Arm der Spaltlampe nach außen bewegt wird, desto größer wird der Winkel der spaltförmigen Lichtquelle zum Betrachterstrahlengang, desto größer wird das Profil der geschnittenen Strukturen und desto deutlicher wird die Lokalisation von Veränderungen. Mit der Spaltlampe lässt sich das vordere Augensegment bis zum anterioren Vitreus untersuchen. Beispiele sind die Evaluation der Tiefe eines Hornhautdefekts, das Vorhandensein von Flare (Protein in der vorderen Augenkammer) oder Resten einer persistierenden Pupillarmembran, die exakte Lokalisation einer Katarakt oder das Vorliegen einer persistierenden Arteria hyaloidea. Ein limitierender Faktor bei der Spaltlampenuntersuchung sind die nicht transparenten Medien wie Iris oder Sklera. Die Weitstellung der Pupille ist daher bei der späteren Untersuchung nach Tonometrie ein Muss für die ausführliche Spaltlampenuntersuchung des inneren Auges. Funduskopie Die Funduskopie beinhaltet die Untersuchung des hinteren Augenabschnitts. Eine erste Übersicht kann der geübte Untersucher bereits bei noch nicht dilatierter Pupille gewinnen; eine genaue Fundusuntersuchung sollte nach Gabe eines kurzwirksamen Mydriatikums (Tropicamid) erfolgen. Der tapetale Fundus wird auf Zunahme oder Auflagerung von Strukturen (z. B. hyporeflektive Abb. 8 Die Spaltlampenuntersuchung ermöglicht zum einen eine mikroskopische Untersuchung des Auges, zum anderen kann das spaltförmig einfallende Licht das Auge optisch schneiden. So lassen sich Veränderungen im Auge optisch lokalisieren. Fig. 8 The slit lamp examination enables a microscopic examination of the ocular structures. The slit setting dissects the eye optically and helps to localize pathologic changes. Areale durch Exsudation oder präretinale Blutungen, Pigmentierung) oder Abnahme von Strukturen (z. B. hyperreflektive Areale durch Abnahme der retinalen Schichtdicke, depigmentierte Areale im nontapetalen Fundus) überprüft. Der Sehnerv wird auf etwaige Schwellungen, Exkavationen oder Formveränderungen beurteilt. Die Funduskopie ermöglicht auch eine Beurteilung des Vitreus auf Veränderungen wie Einlagerungen (z. B. Einblutungen, Fibrin) oder degenerative Prozesse. Sie wird in aller Regel mit der der direkten oder indirekten Ophthalmoskopie durchgeführt. Die indirekte Ophthalmoskopie kann zum einen mit einem binokularen Kopfbandophthalmoskop und einer Linse erfolgen. Die Hauptvorteile sind das stereoskopische Sehen und die Freiheit einer Hand, was bessere Untersuchungsbedingungen gewährleistet. Alternativ können eine fokale Lichtquelle und eine Linse verwendet werden (monokulare Ophthalmoskopie). Als nachteilig erweisen sich dabei das monoskopische Sehen und die relativ schwierige Koordination von Patient und Linse (1). Die indirekte Ophthalmoskopie liefert ein spiegelverkehrtes Bild. Verschiedene Ophthalmoskopielinsen werden verwendet, um unterschiedliche Vergrößerungen zu erreichen. So liefert die 30-D-Linse eine zweifache Vergrößerung beim Hund, die 20-D-Linse eine dreifache Vergrößerung etc. Die bei der indirekten Ophthalmoskopie bestehende Übersicht erleichtert das Screening des Fundus auf Veränderungen. Die Lokalisation von Veränderungen kann allerdings für den Ungeübten durch die optische Inversion („links“ ist „rechts“, „oben“ ist „unten“) schwierig sein (1). Bei der direkten Ophthalmoskopie wird das Ophthalmoskop sowohl direkt vor das eigene als auch nah an das Patientenauge gehalten und der Fundus durch die dilatierte Pupille betrachtet. Die Rekoss-Scheibe, ein Einstellrad am direkten Ophthalmoskop, das © Schattauer 2012 Tierärztliche Praxis Kleintiere 6/2012 Downloaded from www.tieraerztliche-praxis.de on 2017-06-02 | IP: 88.99.70.242 For personal or educational use only. No other uses without permission. All rights reserved. 453 454 B. K. Braus: Die Augenuntersuchung bei Kleintieren Plus- und Minuslinsen dem Betrachterstrahlengang zuschalten kann, wird auf „0“ eingestellt. Die direkte Ophthalmoskopie liefert ein „großes“ (ca. 17-fache Vergrößerung beim Hund, 19,5-fache Vergrößerung bei der Katze, 25-fache Vergrößerung beim Kaninchen, 39-fache Vergrößerung bei der Ratte [19]) und ein aufrechtes, nicht spiegelverkehrtes Bild. Die Lokalisation von Veränderungen ist dadurch einfacher („links“ ist „links“, „oben“ ist „oben“). Der Augenhintergrund wird allerdings wie durch ein Schlüsselloch betrachtet, weshalb der Bildausschnitt klein und die Übersicht schlecht ist. Abnorme Strukturen können so leichter übersehen werden. Bewegungen des Patientenkopfes und -auges führen schnell zum Verlust des gerade aufgesuchten Bildes. Das monoskopische Sehen erschwert die Einschätzung von Vertiefungen oder Erhöhungen im Auge (z. B. geschwollener Sehnerv, kolobomatöse Vertiefung). Ausgleichend lassen sich unscharfe Strukturen durch Wahl positiver oder negativer Linsen mithilfe der Rekoss-Scheibe schärfer stellen. Negative Linsen werden gewählt, um auf Vertiefungen fokussieren zu können, positive Linsen für Erhabenheiten (21). Um den maximalen Nutzen aus beiden Verfahren, also der indirekten und der direkten Ophthalmoskopie, zu ziehen, ist es ideal, eine Übersichtsuntersuchung des Fundus mit dem indirekten Ophthalmoskop durchzuführen und anschließend verdächtige Strukturen mit dem direkten Ophthalmoskop unter Ausnutzung der optischen Vergrößerung erneut zu betrachten. Das PanOptic™-Ophthalmoskop kombiniert die Vorteile des direkten Ophthalmoskops mit einer verbesserten Übersicht. Es liefert ein monoskopisches, vergrößertes, aufrechtes Bild mit einer akzeptablen Übersicht (1). Färbeverfahren Der gebräuchlichste Farbstoff in der Veterinärophthalmologie ist Fluoreszein, das entweder als vorgemischte orangefarbene Lösung oder als trockener Farbstoff auf einem Papierstreifen zur Verfügung steht. Dieser hydrophile Farbstoff färbt das korneale und konjunktivale Stroma an, nicht aber das intakte korneale Epithel oder die Descemet‘sche Membran mit dem darunterliegenden Endothel. In Kontakt mit alkalischer Flüssigkeit wechselt Fluoreszein die Farbe und wird grün (21). Es wird zur Beurteilung der Hornhaut gegen Ende der ophthalmologischen Untersuchung appliziert, um etwaige korneale Epitheldefekte und/oder konjunktivale Defekte nachzuweisen. Fluoreszein färbt nicht nur hydrophile Strukturen an, sondern sammelt sich auch in Facetten, epithelisierten Vertiefungen der Hornhaut, an (sog. „Pooling“). Dies kann zu einem falsch positiven Testergebnis führen. Der Farbstoff wird daher mit einer geeigneten Spüllösung (z. B. Kochsalzlösung) ausgewaschen (2). Danach erfolgt die Betrachtung mithilfe von kobaltblauem Licht, im Idealfall mit der Spaltlampe, die gleichzeitig eine Vergrößerung bietet. Oberflächliche Epithelverluste werden als Erosionen bezeichnet, tiefere Defekte als stromale Defekte. Liegt bereits die Descemet‘sche Membran bloß, spricht man von einer Descemetozele. Die Descemet‘sche Membran färbt sich nicht mit Fluoreszein an, da sie hydrophob ist (21). Neben der Tiefe des Defekts spielen die Lokalisation (axial, medial etc.) und die Form des Defekts eine wichtige Rolle, da diese Informationen zusammen mit den anderen Untersuchungsbefunden auf die Ätiologie des Problems hinweisen können. Beispielsweise treten axiale Defekte häufiger bei Expositionskeratitiden oder bei Keratoconjunctivitis sicca auf, dorsale lineare Defekte in der Peripherie werden typischerweise durch ektopische Zilien verursacht. Fluoreszein wird auch genutzt, um die Tränenfilmaufrisszeit zu beurteilen. Hierzu wird Fluoreszein (ohne vorherige Applikation eines Lokalanästhetikums) auf die Hornhaut appliziert. Nach seiner Verteilung auf der kornealen Oberfläche durch manuelles Schließen des Auges werden die Lider offen gehalten. Anschließend wird beurteilt, wie schnell der (grün angefärbte) Tränenfilm aufreißt und schwarze Stellen sichtbar werden. Der Normalwert beim Hund beträgt 20 Sekunden (19,7 ± 5 Sekunden), bei der Katze 16,7 ± 4,5 Sekunden (21). Bei niedrigeren Werten besteht der Verdacht auf eine qualitative Keratoconjunctivitis sicca (21). Der Seidel-Test hilft, Leckagen des Augapfels (korneal, limbal oder skleral) aufzudecken (z. B. eine defekte Korneanaht). Für die Durchführung des Tests wird eine großzügige Menge Fluoreszein appliziert. Bei einer Leckage verdrängt das austretende Kammerwasser zunehmend das (grüne) Fluoreszein und es wird eine zunehmend große dunkle Fluoreszein-negative Fläche sichtbar, die sich in der Regel der Schwerkraft nach tropfenförmig nach ventral ausbreitet. Mit Fluoreszein kann ferner die Durchgängigkeit des Tränennasenkanals überprüft werden (sog. Jones-Test). Bei einem positiven Testergebnis erscheint Fluoreszein im ipsilateralen Nasenloch. Beim Hund beträgt die durchschnittliche Passagezeit des Farbstoffs (als Lösung appliziert) etwa 40 Sekunden. Doliozephale Hund haben kürzere, brachyzephale Hunde längere Passagezeiten. Bei Katzen liegt die durchschnittliche Passagezeit der Farbstofflösung bei 7 Sekunden (2). Vorgemischtes Fluoreszein (als Ampulle im Handel erhältlich) hat eine kürzere Passagezeit als Fluoreszein, das als getrockneter Farbstoff via Papierstreifen appliziert wird (3). Ein negatives Testergebnis kann beim Hund physiologisch sein, da bei manchen Tieren der Ductus nasolacrimalis in den Nasopharynx mündet (2). Der Test ist bei brachyzephalen Hunden unzuverlässig (3). Bei Verdacht auf eine Stenose des Tränennasenkanals kann dieser gespült werden, beispielsweise mit einer Braunüle® ohne Mandrin und Kochsalzlösung (27). Nach Gabe eines Lokalanästhetikums wird bei Hund und Katze zunächst vom oberen zum unteren Tränenpünktchen gespült. Dann wird das untere Tränenpünktchen manuell komprimiert und es erfolgt eine Spülung vom oberen Tränenpünktchen zur Nase (1). Bengalrosa, ein weiterer in der Ophthalmologie gebräuchlicher Farbstoff, färbt abgestorbene Epithelzellen rosa an (z. B. bei der Herpesvirenkeratitis der Katze) und ist daher sensitiver als Fluoreszein. Es haftet der intakten Kornea nicht an. Bengalrosa führt allerdings zu lokaler Irritation und wird in der Routinepraxis seltener angewandt (1). Der synthetisch hergestellte Farbstoff Lissamin-Grün färbt ebenfalls abgestorbene Epithelzellen an. Da er weniger irritierend wirkt, wird er besser toleriert als Bengalrosa (21). Tierärztliche Praxis Kleintiere 6/2012 © Schattauer 2012 Downloaded from www.tieraerztliche-praxis.de on 2017-06-02 | IP: 88.99.70.242 For personal or educational use only. No other uses without permission. All rights reserved. B. K. Braus: Die Augenuntersuchung bei Kleintieren Tonometrie Tab. 2 Referenzwerte für den intraokularen Druck einiger Tierspezies (20) Table 2 Reference values for intraocular pressure in selected species (20). Die Tonometrie ist die Messung des Augeninnendrucks. Der Augeninnendruck unterliegt tageszeitlichen Schwankungen. Beim Hund ist die Akrophase morgens (8), bei der Katze nachts (6). Die einfachste, aber ungenaueste Erfassung des Augeninnendrucks ist die digitale Tonometrie, bei der der Augeninnendruck mit beiden Zeigefingern beidseits vergleichend transpalpebral geschätzt wird. Dieses Verfahren reicht für die ophthalmologische Diagnostik nicht aus. Die Tonometrie sollte routinemäßig immer vor der Weitstellung der Pupille erfolgen, da die Applikation von Mydriatika (z. B. Tropicamid) ein höheres Messergebnis zur Folge haben kann (25) und die Induktion einer Mydriasis bei Patienten mit Glaukom kontraindiziert ist. Druck auf den Hals bzw. auf die Vena jugularis (22), Veränderungen der Körperposition (4) oder eine Lidmanipulation (13) führen zu falsch hohen Werten. Physiologische Werte für den intraokularen Druck finden sich in 씰Tabelle 2. Genauere Werte liefern Indentations-, Applanations- und Rebound-Tonometer. Die in der Humanmedizin gebräuchliche NonContact-Tonometrie (“Luftstoß“-Verfahren) ist umständlich und unterschätzt beim Hund den Augeninnendruck mit zunehmender Augeninnendruckhöhe (10). Das bekannteste Indentationstonometer ist das preisgünstige Schiötz-Tonometer. Es misst den Augeninnendruck durch die Eindrückbarkeit (Indentation) der Kornea. Der Wert wird über eine Skala auf dem Gerät angezeigt und muss über eine beigelegte Tabelle in mmHg umgerechnet werden. Die anästhesierte Augenoberfläche sollte sich während der Messung horizontal zum Boden befinden (d. h. der Patient blickt fast senkrecht nach oben) (21). Das kann sich besonders bei wehrhaften Tieren als technisch schwierig erweisen. Besondere Vorsicht ist bei bereits geschädigter Hornhaut geboten; bei tiefen Hornhautulzera ist die Untersuchung wegen der Perforationsgefahr kontraindiziert. Das in der Tiermedizin verbreiteste Applanationstonometer, der Tono-Pen VETTM (Reichert Technologies, Seefeld, Deutschland), misst den Intraokulardruck durch Abflachung (Applanation) der Hornhaut. Während der Messung wird die axiale Hornhaut leicht berührt; wichtig für eine erfolgreiche Messung ist der Winkel von 90 Grad zwischen Geräteachse und Hornhautoberfläche und die vorherige Gabe eines Lokalanästhetikums (씰Abb. 9) (21). Falsch hohe Werte können außer durch die oben genannten Einflüsse durch zu heftige Berührung der Hornhaut hervorgerufen werden. Ein Rebound-Tonometer ist unter dem Namen TonoVet® (AcriVet, Hennigsdorf, Deutschland) für die Tiermedizin erhältlich und in dieser Form für Hund, Katze und Pferd geeicht. Der TonoVet® „schießt“ auf Knopfdruck einen magnetischen Prüftip aus dem Gerätearm, der von der Hornhaut zurückgeworfen wird. Je härter der Augapfel ist, desto schneller wird dieser zurückgeworfen. Die Geschwindigkeit des Prüftips wird vom Gerät über elektrische Spulen erfasst und in ein digitales Signal umgerechnet (14). Vorteile des Geräts bestehen in der nicht notwendigen Lokalanästhesie, der einfachen Anwendung (29) und der relativen Untersucherunabhängigkeit. Tierart Intraokularer Druck Hund 16,7 ± 4 mmHg Katze 19,7 ± 5,6 mmHg Kaninchen 11 ± 2 mmHg Meerschweinchen 5–20 mmHg Weitere Untersuchungen Zu den weiterführenden Untersuchungen gehören die zytologische, mikrobiologische oder histologische Untersuchung entnommener Zellen oder Gewebeproben. Die detaillierte Untersuchung der Adnexe in Sedation und mithilfe optischer Vergrößerung kann hilfreich sein, wenn beispielsweise der Verdacht auf ektopische Zilien oder Fremdkörper besteht, die bei der Untersuchung am wachen Tier nicht erkennbar sind. Die Gonioskopie ermöglicht die detaillierte Untersuchung des Kammerwinkels, was beim Hund spezielle Linsen erfordert. Bildgebende Verfahren sind sinnvoll, um intraokuläre Strukturen (z. B. das Anliegen der Netzhaut beim kataraktösen Patienten mittels Ultraschall) und periokuläre Strukturen darzustellen (z. B. den orbitalen Raum mittels Computeroder Magnetresonanztomographie [MRT]). Die MRT kann hilfreich sein, um zentrale Veränderungen abzubilden. Die Elektroretinographie untersucht die Funktionsfähigkeit der Netzhaut und hilft beispielsweise, retinale von postretinalen Blindheiten zu differenzieren (1, 9, 20, 21). Abb. 9 Der Tono-Pen VetTM ermöglicht die Augeninnendruckmessung nach Gabe eines Lokalanästhetikums. Das Instrument wird im 90-Grad-Winkel zur Augenoberfläche gehalten und die Kornea dann sanft mit der Instrumentenspitze berührt. Fig. 9 The Tono-Pen VetTM enables tonometry on the anaesthetized ocular surface. The instrument is positioned at 90 degree to the ocular surface and the cornea is subsequently gently touched. © Schattauer 2012 Tierärztliche Praxis Kleintiere 6/2012 Downloaded from www.tieraerztliche-praxis.de on 2017-06-02 | IP: 88.99.70.242 For personal or educational use only. No other uses without permission. All rights reserved. 455 456 B. K. Braus: Die Augenuntersuchung bei Kleintieren Interessenkonflikt Die Autorin bestätigt, dass kein Interessenkonflikt besteht. Literatur 1. Barnett KC, Crispin SM. Examination of the eye and adnexa. In: Canine Ophthalmology: An Atlas and Text. Barnett KC, Crispin SM, eds. London: Saunders 1998; 1–10. 2. Barnett KC, Sansom J, Heinrich C. Examination of the eye and adnexa. In: Canine Ophthalmology: An Atlas and Text. Barnett KC, ed. London: Saunders, Elsevier Health Sciences 2002; 1–8. 3. Binder DR, Herring IP. Evaluation of nasolacrimal fluorescein transit time in ophthalmically normal dogs and nonbrachycephalic cats. Am J Vet Res 2010; 71: 570–574. 4. Broadwater JJ, Schorling JJ, Herring IP, Elvinger F. Effect of body position on intraocular pressure in dogs without glaucoma. Am J Vet Res 2008; 69: 527–530. 5. D‘Anna N, Sapienza JS, Guandalini A, Guerriero A. Use of a dermal biopsy punch for removal of ectopic cilia in dogs: 19 cases. Vet Ophthalmol 2007; 10: 65–67. 6. Del Sole MJ, Sande PH, Bernades JM, Aba MA, Rosenstein RE. Circadian rhythm of intraocular pressure in cats. Vet Ophthalmol 2007; 10: 155–161. 7. Featherstone H, Holt E. Small Animal Ophthalmology: What‘s your diagnosis? Chichester, West Sussex: Wiley-Blackwell 2011. 8. Giannetto C, Piccione G, Giudice E. Daytime profile of the intraocular pressure and tear production in normal dog. Vet Ophthalmol 2009; 12: 302–305. 9. Gilger B, Stoppini R. Equine ocular examination: routine and advanced diagnostic techniques. In: Equine Ophthalmology. Gilger B, ed. Missouri: Elsevier 2010. 10. Gorig C, Coenen RT, Stades FC, Djajadiningrat-Laanen SC, Boeve MH. Comparison of the use of new handheld tonomers and established applanation tonometers in dogs. Am J Vet Res 2006; 67: 134–144. 11. Gross ME, Giuliano E. Essentials of Small Animal Anesthesia and Analgesia. Chichester, West-Sussex: Wiley-Blackwell 1999. 12. Kador PF, Webb TR, Bras D, Ketring K, Wyman M. Topical KINOSTAT ameliorates the clinical development and progression of cataracts in dogs with diabetes mellitus. Vet Ophthalmol 2010; 13: 363–368. 13. Klein HE, Krohne SG, Moore GE, Mohamed AS, Stiles J. Effect of eyelid manipulation and manual jugular compression on intraocular pressure measurement in dogs. J Am Vet Med Assoc 2011; 238: 1292–1295. 14. Kontiola AI. A new induction-based impact method for measuring intraocular pressure. Acta Ophthalmol Scand 2000; 78: 142–145. 15. Leon A, Levick WR, Sarossy MG. Lesion topography and new histological features in feline taurine deficiency retinopathy. Exp Eye Res 1995; 61: 731–741. 16. Manning SP. Ocular examination in the diagnosis of angiostrongylosis in dogs. Vet Rec 2007; 160: 625–627. 17. Michau TM, Gilger BC, Maggio F, Davidson MG. Use of thermokeratoplasty for treatment of ulcerative keratitis and bullous keratopathy secondary to corneal endothelial disease in dogs: 13 cases (1994–2001). J Am Vet Med Assoc 2003; 222: 607–612. 18. Muller K, Mauler DA, Eule JC. Reference values for selected ophthalmic diagnostic tests and clinical characteristics of chinchilla eyes (Chinchilla lanigera). Vet Ophthalmol 2010; 13 Suppl: 29–34. 19. Murphy CJ, Howland HC. The optics of comparative ophthalmoscopy. Vision Res 1987; 27: 599–607. 20. Nell B, Wollanke B, Eule C. Untersuchung des Auges und seiner Adnexe. In: Klinische Propädeutik der Haus- und Heimtiere. Baumgartner W, Hrsg. Stuttgart: Parey 2009; 400–430. 21. Ollivier F, Plummer C, Barrie K. Ophthalmic Examination and Diagnostics Part 1. In: Veterinary Ophthalmology. Gelatt K, ed. Iowa: Blackwell 2007; 438–483. 22. Pauli AM, Bentley E, Diehl KA, Miller PE. Effects of the application of neck pressure by a collar or harness on intraocular pressure in dogs. J Am Anim Hosp Assoc 2006; 42: 207–211. 23. Shamir MH, Ofri R. Comparative deuro-ophthalmology. In: Veterinary Ophthalmology. Gelatt KN, ed. Iowa: Blackwell 2007; 1406–1469. 24. Sturges BK. Neuro-Ophthalmology: The Visible Nervous System. 2nd Annual Veterinary Neurology Symposium 2005, University of California, Davis, USA. 25. Taylor NR, Zele AJ, Vingrys AJ, Stanley RG. Variation in intraocular pressure following application of tropicamide in three different dog breeds. Vet Ophthalmol 2007; 10 Suppl 1: 8–11. 26. Trepanier LA. Idiosyncratic toxicity associated with potentiated sulfonamides in the dog. J Vet Pharmacol Therap 2004; 27: 129–138. 27. Walde I, Nell B, Schäffer EH, Köstlin RG, Hrsg. Augenheilkunde, Lehrbuch und Atlas. Stuttgart: Schattauer 2008; 809. 28. Williams DL. Laboratory Animal Ophthalmlology. In: Veterinary Ophthalmology. Gelatt KN, ed. Iowa: Blackwell 2007; 1338. 29. Yu W, Cao G, Qiu J, Liu X, Ma J, Li N, Yu M, Yan N, Chen L, Pang IH. Evaluation of monkey intraocular pressure by rebound tonometer. Mol Vis 2009; 15: 2196–2201. Tierärztliche Praxis Kleintiere 6/2012 © Schattauer 2012 Downloaded from www.tieraerztliche-praxis.de on 2017-06-02 | IP: 88.99.70.242 For personal or educational use only. No other uses without permission. All rights reserved.
