Untitled - TiHo Bibliothek elib - Stiftung Tierärztliche Hochschule

ISBN 3-938026-19-7
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1. Auflage 2004
© 2004 by Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH, Gießen
Printed in Germany
ISBN 3-938026-19-7
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Aus dem Institut für Pathologie
der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Retrospektive Studie zur ätiologischen Abklärung unklarer
nicht-eitriger Meningoenzephalitiden bei Hund und Katze
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von
Stephanie Schwab
aus Mannheim
Hannover 2004
i
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. Wolfgang Baumgärtner, PhD
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Wolfgang Baumgärtner, PhD
2. Gutachter: Apl. Prof. Dr. Ludwig Haas
Tag der mündlichen Prüfung: 16.11.2004
ii
Meiner Familie und Friedrich gewidmet
iii
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung ......................................................................................................................................... 1
2 Literaturübersicht............................................................................................................................ 3
2.1 Viren .......................................................................................................................................... 4
2.1.1
Kanines und felines Herpesvirus ............................................................................. 5
2.1.2
Porzines Herpesvirus Typ 1...................................................................................... 6
2.1.3
Kanines Adenovirus Typ 1........................................................................................ 7
2.1.4
Kanines und felines Parvovirus................................................................................ 8
2.1.5
Frühsommer-Meningoenzephalitis-Virus............................................................... 9
2.1.6
West Nile-Virus......................................................................................................... 10
2.1.7
Felines Infektiöse Peritonitis-Virus und kanines Coronavirus .......................... 12
2.1.8
Kanines Parainfluenzavirus .................................................................................... 13
2.1.9
Staupevirus................................................................................................................ 13
2.1.10 Tollwutvirus .............................................................................................................. 15
2.1.11 Borna Disease-Virus ................................................................................................. 15
2.1.12 Enzephalomyokarditisvirus.................................................................................... 16
2.1.13 Felines Leukämie-Virus ........................................................................................... 18
2.1.14 Felines Immundefizienz-Virus ............................................................................... 19
2.1.15 Prion ProteinSC .......................................................................................................... 20
2.2 Bakterien ................................................................................................................................. 21
2.2.1
Listeria monocytogenes ............................................................................................... 22
2.2.2
Chlamydien ............................................................................................................... 23
2.2.3
Mykoplasmen............................................................................................................ 24
2.2.4
Escherichia coli ............................................................................................................ 25
2.2.5
Weitere bakterielle Infektionserreger .................................................................... 26
2.3 Parasiten ................................................................................................................................. 27
2.4 Rickettsien .............................................................................................................................. 28
2.5 Pilze ......................................................................................................................................... 28
2.6 Algen ....................................................................................................................................... 28
2.7 Nichtinfektiöse Entzündungen ........................................................................................... 29
2.7.1
Eosinophile Meningoenzephalitis .......................................................................... 29
2.7.2
Granulomatöse Meningoenzephalitis (GME)....................................................... 29
2.7.3
Pug Dog (Mops) Enzephalitis ................................................................................. 30
2.7.4
Steroid-responsive Meningitis-Arteritis................................................................ 30
i
2.7.5
Feline nicht-eitrige Meningoenzephalomyelitis („Staggering Disease“) ......... 31
2.7.6
Feline Polioenzephalomyelitis ................................................................................ 32
2.7.7
Nicht-eitrige Meningoenzephalitis bei Greyhounds ........................................... 32
2.7.8
Paraneoplastisches Syndrom................................................................................... 33
3 Material und Methoden................................................................................................................ 35
3.1 Untersuchungsmaterial......................................................................................................... 35
3.2 Präparation der Gewebe für Histopathologie und Immunhistochemie........................ 35
3.3 Histochemische Färbungen .................................................................................................. 36
3.4 Histologische Beurteilungskriterien ................................................................................... 36
3.4.1
Entzündungstypen ................................................................................................... 36
3.4.2
Grade der entzündlichen Veränderungen ............................................................ 37
3.4.3
Verteilungsmuster der entzündlichen Infiltrate................................................... 38
3.5 Immunhistochemie................................................................................................................ 38
3.5.1
Seren, Antikörper und Chromogen........................................................................ 39
3.5.2
Durchführung der immunhistochemischen Untersuchung (ABC-Methode) .. 45
3.5.3
Auswertung ............................................................................................................... 50
3.6 In-situ-Hybridisierung .......................................................................................................... 51
3.6.1
Sonden, Chromogen und Kontrollmaterial .......................................................... 51
3.6.2
Durchführung der in-situ-Hybridisierung ............................................................ 52
3.7 Reverse Transkriptase Polymerase Kettenreaktion (RT-PCR) ........................................ 55
3.7.1
Primer und Kontrollmaterial................................................................................... 55
3.7.2
Durchführung der RNA-Isolierung und RT-PCR................................................ 56
4 Ergebnisse....................................................................................................................................... 63
4.1 Untersuchungsmaterial......................................................................................................... 63
4.1.1
ZNS-Veränderungen beim Hund (1998-2002) ...................................................... 65
4.1.2
Ätiologisch geklärte nicht-eitrige Meningoenzephalitiden beim Hund (19982002) ............................................................................................................................ 66
4.1.3
ZNS-Veränderungen bei der Katze (1998-2002) ................................................... 67
4.1.4
Ätiologisch geklärte nicht-eitrige Meningoenzephalitiden bei der Katze (19982002) ............................................................................................................................ 68
4.2 Hunde und Katzen mit ungeklärten nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden (19982003)......................................................................................................................................... 68
4.2.1
Geschlechts-, Rasse- und Altersverteilung sowie Klinik von Hunden mit
ungeklärter nicht-eitriger Meningoenzephalitis (1998-2003).............................. 69
ii
4.2.2
Geschlechts-, Rasse- und Altersverteilung sowie Klinik von Katzen mit
ungeklärter nicht-eitriger Meningoenzephalitis (1998-2003) ............................. 70
4.2.3
Histopathologische Befunde der ungeklärten nicht-eitrigen
Meningoenzephalitiden von Hunden und Katzen (1998-2003)......................... 71
4.2.4
Korrelationen von Rasse, Klinik und histopathologischen Befunden im ZNS
bei ungeklärten nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden von Hunden und
Katzen (1998-2003).................................................................................................... 77
4.3 Zusammenfassung der ätiologischen Diagnosen von nicht-eitrigen
Meningoenzephalitiden bei Hunden und Katzen (1998-2003) ....................................... 78
4.4 Nachweis von Infektionserregern bei ungeklärten nicht-eitrigen
Meningoenzephalitiden bei Hunden und Katzen (1998-2003) ....................................... 80
4.4.1
Nachweis von Infektionserregern mittels Spezialfärbungen ............................. 80
4.4.2
Nachweis von Infektionserregern mittels Immunhistochemie (IHC) sowie in
Einzelfällen mittels in-situ-Hybridisierung (ISH) und PCR ............................... 81
4.5 Rasse, Klinik, histopathologische Veränderungen und Nachweis von
Infektionserregern im ZNS bei ursprünglich ungeklärten nicht-eitrigen
Meningoenzephalitiden von Hunden und Katzen (1998-2003).................................... 103
4.5.1
Allgemeines ............................................................................................................. 103
4.5.2
Nachweis von Porzinem Herpesvirus-1-Antigen.............................................. 105
4.5.3
Nachweis von Parvovirus-Antigen bzw. -DNA ................................................ 105
4.5.4
Nachweis von West Nile-Virus-Antigen bzw. -RNA........................................ 111
4.5.5
Nachweis von felinem Infektiöse Peritonitis-Virus-Antigen ........................... 117
4.5.6
Nachweis von kaninem Parainfluenzavirus-Antigen ....................................... 119
4.5.7
Nachweis von Enzephalomyokarditisvirus-Antigen ........................................ 119
4.5.8
Nachweis von felinem Leukämie-Virus-Antigen .............................................. 124
4.5.9
Nachweis von Escherichia coli-Antigen ................................................................ 124
4.5.10 Fotografische Dokumentation .............................................................................. 127
5 Diskussion .................................................................................................................................... 145
5.1 Rasse, Alter, Klinik und histopathologische Veränderungen....................................... 145
5.2 Erreger-Nachweis im ZNS ................................................................................................. 151
5.2.1
Porzines Herpesvirus-1.......................................................................................... 151
5.2.2
Parvovirus................................................................................................................ 152
5.2.3
West Nile-Virus....................................................................................................... 157
5.2.4
FIP-Virus .................................................................................................................. 162
5.2.5
Kanines Parainfluenzavirus .................................................................................. 163
iii
5.2.6
Enzephalomyokarditisvirus .................................................................................. 163
5.2.7
Felines Leukämievirus ........................................................................................... 167
5.2.8
Escherichia coli .......................................................................................................... 168
5.3 Mögliche Ätiologie der ungeklärten Fälle........................................................................ 169
5.3.1
Infektiöse Ursachen ................................................................................................ 169
5.3.2
Nicht-infektiöse Ursachen ..................................................................................... 172
6 Zusammenfassung ...................................................................................................................... 175
7 Summary ...................................................................................................................................... 177
8 Literaturverzeichnis .................................................................................................................... 179
9 Anhang.......................................................................................................................................... 213
9.1 Kontrolltiere.......................................................................................................................... 254
9.2 Lösungen und Puffer........................................................................................................... 255
9.2.1
Lösungen und Puffer für Immunhistochemie .................................................... 255
9.2.2
Lösungen und Puffer für die in-situ-Hybridisierung ........................................ 256
9.2.3
Lösungen und Puffer für RNA-Isolierung und RT-PCR................................... 260
9.3 Bezugsquellen ...................................................................................................................... 262
9.4 Abkürzungsverzeichnis ...................................................................................................... 268
iv
1 Einleitung
Nicht-eitrige Meningoenzephalitiden werden bei Haustieren typischerweise durch
virale Infektionen ausgelöst, aber auch Infektionen mit Protozoen, Pilzen und Bakterien können derartige Veränderungen hervorrufen. Autoimmune und hereditäre
Mechanismen können ebenso wie eine Reaktion auf Toxine ebenfalls mit nichteitrigen Infiltraten im ZNS einhergehen.
Aus der Literatur ist bekannt, dass in Studien bezüglich der Ätiologie nicht-eitriger
Meningoenzephalitiden bei Hunden und Katzen ein je nach Untersuchung unterschiedlich großer Anteil ungeklärt bleibt.
In den letzten Jahren hat sich das Erregerspektrum bei Hunden und Katzen möglicherweise verändert. So sind beispielsweise neue Erreger, wie das WNV, aufgetreten.
Weiterhin ist nicht auszuschließen, dass bislang bei Hunden und Katzen nicht beschriebene Erreger die Speziesbarriere überwunden haben und somit unter Umständen als Ursache für nicht-eitrige Meningoenzephalitiden in Frage kommen.
In der vorliegenden Studie werden infolge dessen sowohl neue Erreger einbezogen
als auch solche, für die bei Hund und/oder Katze bislang keine ZNS-Manifestation
beschrieben ist bzw. die bislang bei diesen Spezies gar nicht nachgewiesen werden
konnten.
Ziel dieser Arbeit ist es, mit Hilfe immunhistochemischer und molekularbiologischer
Nachweismethoden an Formalin-fixiertem, Paraffin-eingebettetem Material retrospektiv einen Beitrag zur Klärung der Ätiologie nicht-eitriger Meningoenzephalitiden bei Hunden und Katzen zu leisten.
1
2 Literaturübersicht
Entzündliche Prozesse im zentralen Nervensystem (ZNS) von Hunden und Katzen
können durch eine Vielzahl von Erregern oder nicht-infektiösen Ursachen hervorgerufen werden (QUESNEL et al. 1997; TIPOLD 1995; RAND et al. 1994). Grundsätzlich
können Bakterien, Viren, Rickettsien, Parasiten, Pilze und Algen im ZNS Entzündungen verursachen (SUMMERS, CUMMINGS und DE LAHUNTA 1995; BRAUND
1980). Unter den erregerbedingten ZNS-Erkrankungen nehmen Prionenerkrankungen dabei eine Sonderstellung ein, da sie nicht alle Merkmale einer Entzündung erfüllen (LEGGETT, DUKES und PIRIE 1990).
Des Weiteren sind auch nichtinfektiöse Ursachen entzündlicher Veränderungen im
ZNS von Hunden und Katzen bekannt. Es werden sowohl autoimmune als auch hereditäre Mechanismen diskutiert für Erkrankungen wie beispielsweise die granulomatöse Enzephalitis (GME), die Mops-Enzephalitis oder die nicht-eitrige Meningoenzephalitis der Greyhounds (CALLANAN et al. 2002; UCHIDA et al. 1999; KIPAR et al. 1998; CORDY und HOLLIDAY 1989; HARRIS, DIDIER und PARKER
1988). Bei der als „staggering disease“ bekannten Erkrankung der Katze oder der felinen Polioenzephalomyelitis ist die Ätiologie bislang ebenfalls unklar (BRAUND
2001; NOWOTNY und WEISSENBÖCK 1995; VANDEVELDE und BRAUND 1979).
Paraneoplastische Syndrome mit ZNS-Manifestation sind bei Hunden und Katzen
bislang nicht beschrieben (BRAUND et al. 1987).
Aus der Literatur ist bekannt, dass die Klärung der Ätiologie nicht-eitriger Meningoenzephalitiden bei Hund und Katze häufig nicht gelingt. So werden in einer jüngeren Studie aus der Schweiz 87 Katzen mit einer nicht-eitrigen Meningoenzephalitis
immunhistochemisch auf eine Infektion mit dem Borna Disease Virus, dem Staupevirus und dem felinen Infektiöse Peritonitis-Virus (FIP-Virus) untersucht und bei
histopathologischen Hinweisen zusätzlich auf das Tollwutvirus, verändertes PrionProtein und Toxoplasma gondii (MELZER 1999). 23% der Fälle (20 Tiere) bleiben ungeklärt. Eine andere Studie untersucht 30 Katzen aus Kanada mit Anfallsleiden serologisch und in der Zerebrospinalflüssigkeit auf eine FeLV-, FIV-, FIP-Virus- und Toxoplasma gondii-Infektion (QUESNEL et al. 1997). 47% der Tiere (14 Fälle) haben eine
3
2 LITERATURÜBERSICHT
ungeklärte nicht-eitrige Meningoenzephalitis. Dabei wird bei lediglich 10 Tieren das
ZNS histopathologisch untersucht. Es werden keine immunhistochemischen oder
molekularbiologischen Nachweismethoden durchgeführt. Dieselbe Arbeitsgruppe
untersucht zuvor 27 Katzen mit entzündlichen ZNS-Veränderungen mittels Antikörperbestimmung in Liquor- bzw. Serum auf eine FeLV- und Toxoplasma gondiiInfektion (RAND et al. 1994). Es bleiben 37% der Fälle (10 Tiere) ungeklärt. Das Vorliegen einer Infektion mit dem FIP-Virus im Gehirn wird dabei lediglich histopathologisch bestätigt oder ausgeschlossen. TIPOLD (1995) evaluiert retrospektiv 220 Fälle
von entzündlichen und infektiösen Erkrankungen des ZNS beim Hund. 58 Tiere
(26%) zeigen eine ungeklärte nicht-eitrige Meningoenzephalitis, 30 davon sind vermutlich viral bedingt, 28 zeigen bekannte Krankheitsbilder, für die eine andere Pathogenese diskutiert wird oder die Ursache nicht bekannt ist. Bei 182 der Tiere wird
die klinisch gestellte Diagnose post mortem durch histopathologische, immunhistochemische und molekularbiologische Untersuchungen bestätigt. Es werden Staupevirus-, FSME-Virus-, Tollwutvirus- und Toxoplasma gondii-Infektionen beschrieben.
Des Weiteren wird in der Literatur sowohl von ungeklärten nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden berichtet, die vermutlich viraler Genese sind, als auch von nicht
klassifizierten Meningoenzephalitiden unbekannter Pathogenese, die ebenfalls
lymphohistiozytäre Infiltrate aufweisen, wie z. B. dem Krankheitsbild der idiopathischen granulomatösen Meningoenzephalitis (GME) beim Hund (SORJONEN 1992;
MERIC 1988; BRAUND 1980).
2.1 Viren
Histopathologisch sind virale ZNS-Infektionen vor allem durch eine perivaskuläre
und parenchymatöse Infiltration von Lymphozyten, Makrophagen und Plasmazellen
gekennzeichnet (SUMMERS, CUMMINGS und DE LAHUNTA 1995). In der Mehrzahl der Fälle sind sie mit einer Meningitis vergesellschaftet, gelegentlich auch mit
Entzündungen des Plexus chorioideus und des Ependyms (BRAUND 1980; LUTTGEN 1988). Für die einzelnen Virus-Infektionen des ZNS werden aufgrund Erregerspezifischer Neurotropismen und Infektionswege oft typische Verteilungsmuster im
Gehirn und Rückenmark beobachtet. Im Folgenden werden mögliche Erreger nicht4
2 LITERATURÜBERSICHT
eitriger Meningoenzephalitiden, in der Reihenfolge angelehnt an APPEL (1987), besprochen.
2.1.1 Kanines und felines Herpesvirus
Das kanine Herpesvirus (CHV), ein DNA-Virus, das nur in Hundegewebe repliziert,
kann bei Hundewelpen im Alter bis zu 3 Wochen eine akute, disseminierte Infektion
mit nachfolgender Nekrose in verschiedenen Organen auslösen (PERCY et al. 1970).
Meist sterben die Welpen 3-6 Tage nach Einsetzen der klinischen Symptome. Tiere,
die die Infektion überleben, können eine zerebelläre Dysplasie entwickeln (PERCY et
al. 1971). Ältere Tiere besitzen eine ausreichende, vermutlich lebenslange Immunität,
um eine Erkrankung zu limitieren bzw. zu verhindern, wobei die CHV-Infektion
persistiert (OKUDA et al. 1993). Die Infektion erfolgt entweder transplazentar, durch
direkten Kontakt mit infizierten Tieren über Tröpfcheninfektion, z.B. während der
Geburt, oder durch Inhalation bzw. Indigestion infizierten Materials (PERCY et al.
1971). Die Ausbreitung des Erregers in das ZNS erfolgt hämatogen. Eine neurogen
aszendierende Infektion wird ebenfalls diskutiert (SEO und LIM 1994). Dort entsteht
meist eine nicht-eitrige Meningoenzephalitis mit den Hauptläsionen in Hirnstamm
und Kleinhirn und fokalen Nekrosen von Purkinjezellen und in der Körnerzellschicht des Kleinhirns (LOVE und HUXTABLE 1976). Spinalganglien zeigen ebenfalls regelmäßig eine nicht-eitrige Entzündung (MIYOSHI et al. 1999).
Eine ZNS-Infektion mit felinem Herpesvirus bei Katzen ist bisher nicht beschrieben
(SUCHY et al. 2000). YANAI et al. (2003) gelingen bei Katzen die experimentelle,
intranasale Infektion des ZNS mit dem hochgradig neurotropen equinen Herpesvirus Typ 9 (EHV-9). Das EHV-9 ist für Mäuse, Ratten, Hamster, Ziegen, Schweine und
Pferde infektiös (YANAI et al. 2003). Histopathologisch findet sich bei den experimentell infizierten Katzen eine hochgradige, gemischtzellige Meningoenzephalitis
vor allem in Bulbus olfactorius und Rhinencephalon mit Verlust von Neuronen, intranukleären Einschlusskörperchen und Gliose. Die Autoren halten natürliche EHV9-Infektionen von Katzen für möglich.
5
2 LITERATURÜBERSICHT
Der Nachweis von Herpesviren im ZNS wird in der Regel durch den Nachweis virusspezifischer DNA mittels PCR oder in-situ-Hybridisierung erbracht (SCHULZE
und BAUMGÄRTNER 1998; LOVE und WILEY 2002).
2.1.2 Porzines Herpesvirus Typ 1
Das neurotrope porzine Herpesvirus Typ 1 (PHV-1), ein DNA-Virus, dessen natürliche Wirte Schweine und auch Ratten darstellen, ist der Erreger der Aujeszky´schen
Krankheit. Diese tritt sporadisch auch bei anderen Haus- und Wildsäugetieren auf
(SUMMERS, CUMMINGS und DE LAHUNTA 1995). Das Schwein infiziert sich
hauptsächlich aerogen. Die Virusverbreitung erfolgt anschließend hämatogen in viele Organe, vor allem bei Ferkeln auch in das ZNS (KRITAS et al. 1999). Dort entwickelt sich nach hämatogener Infektion eine häufig gemischtzellige Panenzephalomyelitis mit ausgeprägten Nekrosen von Neuronen und Gliazellen, wobei nicht immer
intranukleäre Einschlusskörperchen vom Typ Cowdry A zu finden sind (KRITAS et
al. 1999). Hunde und Katzen infizieren sich meist durch die orale Aufnahme kontaminierten Materials (HAGEMOSER, KLUGE und HILL 1980). Im Unterschied zur
hämatogenen Ausbreitung beim Schwein, gelangt das PHV-1 nach der primären
Manifestation der Infektion im Rachenraum über den N. trigeminus, den N. glossopharyngeus oder den 1. Zervikalnerven zum ZNS (HAGEMOSER, KLUGE und
HILL 1980; CARD et al. 1990). Klinisch wird bei Hunden und Katzen mit PHV-1Infektion häufig erhöhter Speichelfluss beobachtet, wohingegen Juckreiz nur in etwa
der Hälfte aller Fälle auftritt (MONROE 1989). Histopathologisch zeigt sich bei
Fleischfressern infolge des Infektionsweges meist eine nicht-eitrige Ganglioneuritis
und Hirnstammenzephalitis bzw. Poliomyelitis sowie eine Gliose in entzündlichen
Gebieten. In Gliazellen, Neuronen, auch von Ganglien, finden sich intranukleäre Einschlusskörperchen vom Typ Cowdry A (BRAUND 2001). Atypische Krankheitsverläufe in Form von Diarrhoe und Allotriophagie ohne ZNS-Veränderungen treten bei
Fleischfressern lediglich vereinzelt auf (PENSAERT und MAES 1987). Die Diagnose
einer PHV-1-Infektion wird bei Fleischfressern meist durch immunhistochemischen
Antigennachweis oder den Nachweis von Virus-DNA mittels in-situ-Hybridisierung
im Zytoplasma von Neuronen und Gliazellen gestellt, wobei Antigen auch an Stellen
6
2 LITERATURÜBERSICHT
mit geringen oder gar keinen histopathologischen Veränderung gefunden werden
kann (QUIROGA et al. 1998).
2.1.3 Kanines Adenovirus Typ 1
Das kanine Adenovirus Typ 1 (CAV-1) ist der Erreger der infektiösen Hepatitis (Hepatitis contagiosa canis). Die Erkrankung tritt hauptsächlich bei Kaniden auf, ist aber
auch beim Stinktier und bei Bären beobachtet worden (RUBARTH 1947; KAPP und
LEHOCZKI 1966). Das kanine Adenovirus Typ 1 wird überwiegend nasopharyngeal,
oral oder konjunktival als Tröpfcheninfektion übertragen (APPEL 1987). Über einen
möglichen Weg des Virus ins ZNS ist nichts bekannt (INNES und SAUNDERS 1962;
APPEL 1987). Histopathologisch zeigen sich eine nicht-eitrige bis gemischtzellige,
nekrotisierende Hepatitis mit Gefäßschädigung sowie häufig eine gleichartige interstitielle Nephritis und Uveitis (RUBARTH 1947). In perakut verlaufenden Fällen von
infektiöser Hepatitis zeigen sich histopathologisch hochgradige Blutungen in der Leber, in zahlreichen anderen Organen und im Neuropil von Hirnstamm und Nucleus
caudatus mit hochgradiger, lymphohistiozytärer Vaskulitis (INNES und SAUNDERS
1962). Intranukleäre Einschlusskörperchen in den Endothelzellen gelten als pathognomonisch. Solche endothelialen Einschlüsse mit einer assoziierten Vaskulitis
finden MARLER et al. (1976) im ZNS eines Kojoten mit Hepatitis contagiosa canis
und schließen auf eine CAV-1-Infektion des ZNS. Beim Fuchs sind ebenfalls CAV-1induzierte, nicht-eitrige Meningoenzephalitiden beschrieben (INNES und SAUNDERS 1962).
Zur Diagnostik wird CAV-1-Antigen immunhistochemisch in der Leber intranukleär
und zytoplasmatisch in Hepatozyten und Kupfferschen Sternzellen nachgewiesen
(CHOUINARD et al. 1998). Über einen Antigennachweis im ZNS ist bislang nichts
bekannt.
Beim Menschen kann es vor allem bei immunsupprimierten Patienten zu einer nichteitrigen Meningoenzephalitis aufgrund von Adenovirus-Infektionen kommen (LOVE
und WILEY 2002). In der Literatur finden sich keine Hinweise auf AdenovirusInfektionen des ZNS bei Katzen.
7
2 LITERATURÜBERSICHT
2.1.4 Kanines und felines Parvovirus
Parvoviren sind einsträngige DNA-Viren, die bei der Vermehrung auf Zellen in der
S1-Phase des Zellzyklus angewiesen sind, wobei der Mechanismus bislang nicht vollständig bekannt ist (TIJISSEN 1999). Im Folgenden wird näher auf das feline und das
kanine Parvovirus eingegangen.
Das feline Panleukopenievirus (FPV) ist der Erreger der klassischen Panleukopenie
bei Katzen. Diese stellen auch den Hauptwirt des Virus dar. In Hunden repliziert das
Virus nur sehr bedingt (TRUYEN 1994). Die Infektion erfolgt hauptsächlich oronasal
und verursacht eine katarrhalische bis fibrinöse Enteritis (PARRISH 1995). Nach inutero-Infektion der Tiere kann es zu zerebellären Hypoplasien kommen, da das FPV
in sich zu diesem Zeitpunkt noch teilenden Purkinjezellen des Kleinhirns repliziert
und so zu deren Untergang führt (SHARP et al. 1999). URL et al. (2002 und 2003)
konnten Parvovirus-DNA in Neuronen, Gliazellen und Endothelien im Zwischenhirn, in der Großhirnrinde, im Ammonshorn sowie in den Kerngebieten der Pons
und der Medulla oblongata mehrerer Katzen mit neuronaler Degeneration und Vakuolisierung der weißen Substanz nachweisen. Mittels Immunhistochemie, in-situHybridisierung und PCR wurde in dieser Studie CPV-2-Antigen bzw. –DNA nachgewiesen, wobei die Autoren eine postnatale Infektion der Tiere vermuten. BAGO et
al. (2002) weisen mittels Immunhistochemie und in-situ-Hybridisierung ParvovirusAntigen bzw. –DNA im Kleinhirn einer Katze mit generalisierter Parvovirose mit katarrhalischer Enteritis, seromuköser Rhinitis und fibrinöser Pneumonie nach. In der
äußeren Körnerschicht des normal ausgebildeten Kleinhirns waren zahlreiche basophile, intranukleäre Einschlüsse, aber keine entzündlichen Veränderungen zu finden. Virus-Antigen und –DNA konnte in Purkinjezellen und Gliazellen in der äußeren Körnerzellschicht des Kleinhirns, geringgradig auch im Großhirn, sowie in Leber,
Nebennieren, Milz, Pankreas, Lymphknoten, Ösophagus, Zunge und Tonsille nachgewiesen werden. Vereinzelt fanden sich auch in Trachea, Lunge, Niere und glatter
Muskulatur Parvovirus-spezifische Präzipitate (BAGO mündl. Mitteilung).
Das kanine Parvovirus (CPV) gilt als Mutante des FPV und ist sowohl für Hunde als
auch für Katzen infektiös (REED, JONES und MILLER 1988; TRUYEN 1994). Die Infektion erfolgt üblicherweise oronasal und verursacht eine hochgradige Zottenatro8
2 LITERATURÜBERSICHT
phie und Kryptepithelverlust vor allem im Dünndarm (WALDVOGEL et al. 1992).
Bei Welpen im Alter zwischen 4 und 8 Wochen kann eventuell auch eine nicht-eitrige
Myokarditis oder eine disseminierte, nekrotisierende Vaskulitis im Herz beobachtet
werden (AGUNGPRIYONO 1999). Über Parvovirus-Infektionen des ZNS ist bei
Hunden bislang wenig bekannt. Aus dem ZNS eines Hundes mit hochgradiger
nekrotisierender Vaskulitis und Malazie konnte CPV isoliert werden (JOHNSON
und CASTRO 1984). Bei einem Hundewelpen mit diffuser Leukomalazie in Assoziation mit einer nekrotisierenden Myokarditis konnte lediglich in Herzmuskelzellen
CPV-Antigen mittels Immunhistochemie nachgewiesen werden, nicht jedoch im ZNS
(AGUNGPRIYONO et al. 1999). SCHATZBERG et al. (2003) weisen jüngst auch im
Kleinhirn von Hunden mit zerebellärer Hypoplasie Parvovirus-DNA mittels PCR
nach. Sie vermuten analog zu Katzen mit Parvovirus-induzierter zerebellärer Hypoplasie eine intrauterine Infektion.
Auch bei anderen Tierarten, beispielsweise einem Nerz oder mehreren Schweineföten mit nicht-eitriger Meningoenzephalitis, wurde Parvovirus-DNA mittels PCR im
Gehirn nachgewiesen (DYER, CHING und BLOOM 2000; NARITA et al. 1975). Beim
Menschen sind ZNS-Infektionen mit Parvoviren als opportunistische Infektionen bei
immunsupprimierten Patienten beschrieben (LIU et al. 1997). DRUSCHKY et al.
(2000) weisen jedoch im ZNS einer immunkompetenten Frau mit einer chronischen,
lymphozytären Meningoenzephalitis ebenfalls Parvovirus-DNA mittels PCR nach.
2.1.5 Frühsommer-Meningoenzephalitis-Virus
Die Frühsommer-Meningoenzephalitis (FSME, Synonym „zentraleuropäische Zeckenenzephalitis“) wird durch ein Flavivirus verursacht, das durch Zecken übertragen
wird. Wirtsorganismen können alle Säugetiere und Vögel sein (REINER und FISCHER 1998). Die FSME tritt bei Mensch, Hund, Pferd und Affe auf (TIPOLD 2002).
Bei Katzen ist die FSME bislang nicht beschrieben (TIPOLD 2002). Hunde in endemischen Gebieten weisen eine hohe Seroprävalenz auf, ohne jedoch häufig an FSME zu
erkranken (MATILE et al. 1981). Für Rottweiler und Huskies wird eine genetische
Disposition für eine erhöhte Empfänglichkeit gegenüber einer FSME-Virus-Infektion
mit klinischer Erkrankung diskutiert (TIPOLD 2002). Experimentelle Infektionen und
9
2 LITERATURÜBERSICHT
in vitro-Untersuchungen lassen für Flaviviren vermuten, dass das ZNS sowohl über
eine hämatogene Ausbreitung, als auch über eine neurogen aszendierende Infektion
erreicht werden kann (BURKE und MONATH 2001). Klinisch zeichnet sich die Erkrankung durch einen hoch fieberhaften Verlauf mit akuten neurologischen Symptomen aus. Histopathologisch weisen erkrankte Hunde eine nicht-eitrige Meningoenzephalitis mit Betonung der grauen Substanz, sowie neuronale Nekrosen, Neuronophagie und Gliose vor allem im Parenchym um den IV. Ventrikel auf (WEISSENBÖCK und HOLZMANN 1997). Dies entspricht den Befunden von an FSME erkrankten Menschen. Gleichartige Veränderungen sind aber auch bei anderen Flavivirus-assoziierten, nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden, z.B. die Louping IllErkrankung bei Schafen, zu finden (TIPOLD 2002). Die Diagnose kann durch immunhistochemischen Antigennachweis im Zytoplasma nekrotischer Neuronen und
in Makrophagen, die neuronales Material phagozytiert haben, bestätigt werden.
Aufgrund schnell einsetzender Virus-Clearance gelingt der Antigennachweis jedoch
nicht in allen vermuteten FSME-Fällen beim Hund (WEISSENBÖCK, SUCHY und
HOLZMANN 1998). Ebenso bereitet der Nachweis Virus-spezifischer RNA aus
Formalin-fixiertem
Material
häufig
Schwierigkeiten
(WEISSENBÖCK
2004,
persönliche Mitteilung).
2.1.6 West Nile-Virus
Das West Nile-Virus (WNV) ist wie der Erreger der FSME ein Flavivirus und zählt
zu den Arboviren. Das natürliche Erregerreservoir sind Vögel. Menschen und Pferde
sind die hauptsächlich erkrankenden Lebewesen (KOMAR 2000). Insgesamt treten
West Nile-Virus-Infektionen am häufigsten in Afrika, Asien und den USA auf
(CANTILE et al. 2001a). Mosquitos stellen die wichtigsten Überträger dar, wobei
auch Zecken als Vektoren diskutiert werden und Infektionen von Fleischfressern
durch Indigestion infizierter Vögel als möglich erachtet werden (GOULD 2003;
LICHTENSTEIGER et al. 2003). Die Infektion des ZNS geschieht vermutlich, analog
zu FSME-Virus-Infektionen, sowohl als hämatogene Streuung als auch infolge neurogener Ausbreitung über den Nervus olfactorius (BURKE und MONATH 2001). In
jüngster Zeit werden Erkrankungen bei Pferden in Italien und Frankreich sowie
WNV-Infektionen von Pferden in Tschechien beschrieben (DURAND et al. 2002;
10
2 LITERATURÜBERSICHT
CANTILE et al. 2000; HUBALEK und HALOUZKA 1999). WEISSENBÖCK et al.
(2003) schließen aus serologischen Untersuchungen empfänglicher Tierarten auf das
Vorhandensein von WNV-Infektion in Österreich, dass dieses Virus dort zurzeit
nicht vorkommt. Auch aus Deutschland sind bisher keine WNV-Infektionen bekannt. Hunde zeigen in endemischen Gebieten, wie auch für das FSME-Virus, eine
hohe Seroprävalenz, ohne jedoch häufig an WNV-Infektionen zu erkranken
(BLACKBURN et al. 1989). AUSTGEN et al. (2004) infizieren spezifisch pathogenfreie Hunde und Katzen oral und über infizierte Mücken mit dem WNV. Alle Tiere
entwickelten eine Virämie, aber keines der Tiere zeigte neurologische Symptome.
Lediglich eine von 4 über Mücken infizierten Katzen zeigte makroskopisch einen
Hydrozephalus. Histopathologische Daten der Tiere werden nicht aufgeführt. In den
USA gelang kürzlich bei zwei Hunden und einem Wolf der Nachweis einer WNVInfektion im ZNS mittels immunhistochemischer Antigendarstellung und Amplifikation Virus-spezifischer RNA durch RT-PCR an Frischmaterial (BUCHWEITZ et al.
2003; LICHTENSTEIGER et al. 2003). Bei Katzen konnten bisher vereinzelt WNVspezifische Antikörper im Serum nachgewiesen werden, ohne dass die Tiere erkrankt
waren (LICHTENSTEIGER et al. 2003). KOMAR (unveröffentlichte Daten, zitiert
nach KOMAR 2000) isoliert aus dem ZNS einer Katze mit Anfallsleiden WNV-RNA.
Über histopathologische Veränderungen im ZNS dieser Katze und weitergehende
Untersuchungen wird nicht berichtet.
Histopathologisch zeigen sich bei allen erkrankten Tierarten eine nicht-eitrige Meningoenzephalitis mit Betonung der grauen Substanz und eine nicht-eitrige interstitielle Nephritis. Beim Vogel und Hund wird weiterhin eine lymphoplasmahistiozytäre Myokarditis, vereinzelt auch mit neutrophilen Granulozyten, beschrieben (BUCHWEITZ et al. 2003; LICHTENSTEIGER et al. 2003; STEELE et al. 2000). Das WNV findet sich im ZNS in Neuronen, Gliazellen, Lymphozyten und Makrophagen (LICHTENSTEIGER et al. 2003; STEELE et al. 2000). Zum Nachweis von Virus-Antigen
bzw. Virus-spezifischer RNA wird Immunhistochemie, in-situ-Hybridisierung oder
RT-PCR an veränderten Organen durchgeführt. Dabei ist in der Niere 1000-mal mehr
Antigen zu finden als in anderen Organen (BUCHWEITZ et al. 2003). Im Myokard
soll Virus-Antigen vermehrt in histopathologisch wenig veränderten Lokalisationen
11
2 LITERATURÜBERSICHT
derten Lokalisationen vorhanden sein (BUCHWEITZ et al. 2003). Der immunhistochemische Nachweis von Virus-Antigen gilt bei Pferden als weniger sensitiv als der
Nachweis Virus-spezifischer RNA mittels RT-PCR (JOHNSON zitiert nach BUCHWEITZ et al. 2003). Bei anderen Tierarten gelingt der Nachweis von WNV-RNA mittels RT-PCR an immunhistochemisch positivem Paraffin-Material in manchen Fällen
nicht (WEISSENBÖCK 2004, pers. Mitteilung).
2.1.7 Felines Infektiöse Peritonitis-Virus und kanines Coronavirus
Die Feline Infektiöse Peritonitis (FIP) ist eine hauptsächlich bei jungen Katzen (< 3
Jahre) auftretende Infektionskrankheit mit einer Mortalität von nahezu 100%. (PEDERSEN 1983). Sie wird durch das Feline Infektiöse Peritonitis-Virus (FIPV), einem
Coronavirus verursacht, das vermutlich durch Mutation aus dem ubiquitären felinen
enterischen Coronavirus (FeCV) hervorging (VENNEMA et al. 1998). Die Infektion
erfolgt in der Regel oronasal über infizierte Fäzes, die Ausbreitung hämatogen über
freies Virus und virushaltige Makrophagen auch ins ZNS (BRAUND 2001). Die
FIPV-induzierte Meningoenzephalitis ist die am häufigsten auftretende Erkrankung
des ZNS bei Katzen (BRAUND 1980). Meist tritt hier die trockene Form der FIP auf
(RAND et al. 1994). Sie zeichnet sich durch perivaskuläre, pyogranulomatöse Infiltrate hauptsächlich in Meninx und Plexus chorioideus, aber auch im ZNS-Parenchym
aus, wobei die Läsionen aus einer immunvermittelten Vaskulitis resultieren (WEISS
und SCOTT 1981). Das typische Verteilungsmuster der Läsionen an den Grenz- und
Oberflächen des ZNS kann bei der Unterscheidung von anderen Infektionen hilfreich
sein (BRAUND 2001). Die Verifizierung der Diagnose erfolgt häufig erst post mortem durch immunhistochemischen Nachweis von Virusantigen in Makrophagen in
entzündlich veränderten Gebieten oder auch mittels PCR an frischem Gehirnmaterial
(FOLEY et al. 1998).
Natürliche Coronavirus-Infektionen bei Hunden beschränken sich auf den Gastrointestinaltrakt und verursachen dort eine katarrhalische Enteritis (APPEL 1987). WILSON, HOLLIDAY und CAVE (1986) beschreiben eine perivaskuläre, lymphohistiozytäre Meningoenzephalitis bei 8 Hunden und vermuten eine Impf-induzierte Infek-
12
2 LITERATURÜBERSICHT
tion mit dem kaninen Coronavirus, da sie bei einem Tier unter anderem im ZNS Coronavirus-Antigen mittels Immunhistochemie am Gefrierschnitt nachweisen.
2.1.8 Kanines Parainfluenzavirus
Das kanine Parainfluenzavirus (CPIV), ein Paramyxovirus, verursacht meist Infektionen des Respirationstraktes und gilt als einer der am Zwingerhusten des Hundes
beteiligten Erreger (CARANDELL et al. 1968). BAUMGÄRTNER et al. (1982a) induzierten durch intrazerebrale Inokulation von CPIV in Hundewelpen bei diesen eine
akute, hochgradige, nekrotisierende Enzephalitis. Tiere, die überlebten, entwickelten
einen Hydrozephalus. Virusantigen wurde vorwiegend in Ependymzellen, vereinzelt auch in Neuronen nachgewiesen. Bei einem Hund mit Hydrozephalus und periventrikulärer, nekrotisierender Enzephalitis wird aufgrund des histopathologischen
Bildes neben anderen infektiösen Ursachen ebenfalls eine CPIV-Infektion diskutiert
(CANTILE et al. 1997). Es konnte jedoch kein Erreger nachgewiesen werden. Über
natürliche CPIV-Infektionen des ZNS beim Hund mit nicht-eitriger Enzephalitis ist
bisher nichts bekannt. Wie das CPIV das ZNS infizieren könnte ist bislang unklar,
wobei neben einer hämatogenen postnatalen Besiedelung des ZNS auch eine
transplazentare Infektion des Feten denkbar ist (SUMMERS, CUMMINGS und DE
LAHUNTA 1995). Der Nachweis von CPIV-Antigen zur Diagnostik erfolgt in der
Regel immunhistochemisch (VIELER et al. 1994).
Bei Kälbern liegen ebenfalls Hinweise auf eine Parainfluenzavirus-Infektion des ZNS
vor. MUNDAY, MASON und HARTLEY (1976) beschreiben in großen Neuronen
von Gehirn und Rückenmark eines Kalbes intrazytoplasmatische Einschlüsse und
vermuten aufgrund des Nachweises spezifischer Serum-Antikörper eine Parainfluenzavirus Typ 3-Infektion.
Bei Katzen sind keine Infektionen mit Parainfluenzaviren bekannt (MURPHY et al.
1999).
2.1.9 Staupevirus
Die Staupe wird durch das Staupevirus (Synonym: kanines Distemper-Virus; CDV),
einem Paramyxovirus, Genus Morbillivirus verursacht (PRINGLE 1999). Empfäng13
2 LITERATURÜBERSICHT
lich sind alle Karnivoren, aber auch Musteliden und Procyoniden (APPEL 1987). Selten tritt die Erkrankung auch bei Großkatzen auf (MYERS et al. 1997). Bei Hauskatzen werden spezifische Antikörper im Serum nachgewiesen (IKEDA et al. 2001), von
einer assoziierten Enzephalitis wird in der mit zugänglichen Literatur jedoch nicht
berichtet. Beim Hund ist eine Infektion mit CDV die häufigste Ursache infektiös bedingter, entzündlicher ZNS-Erkrankungen (TIPOLD 1995). Klinisch manifestiert sich
die Staupe als den Respirations- und Digestionsapparat betreffende katarrhalische
und/oder nervöse Form (BAUMGÄRTNER 1993). Selten ist weiterhin ein Exanthem
der Haut und eine Hyperkeratose des Nasenspiegels und der Sohlenballen zu beobachten (KRAKOWKA, AXTHELM und JOHNSON 1985). Die Infektion erfolgt üblicherweise aerogen, eine transplazentare Infektion ist aber ebenfalls möglich (SUMMERS, CUMMINGS und DE LAHUNTA 1995). Das ZNS wird dabei auf hämatogenem Weg über infizierte Lymphozyten und Makrophagen erreicht. Histologisch sind
in der Regel Leukoenzephalitiden zu beobachten, die vor allem das Kleinhirn, aber
auch Rückenmark und Großhirn betreffen (BAUMGÄRTNER et al. 1999). Polioenzephalitiden in der Großhirnrinde und Kerngebieten des Stammhirns sind hingegen
selten zu beobachten (BAUMGÄRTNER et al. 1999). Die Art der Läsion im ZNS ist
dabei abhängig vom Virusstamm sowie von Alter und Immunitätslage des Tieres
(RAW et al. 1992). Akute Leukoenzephalitiden zeichnen sich durch eine Vakuolisierung der weißen Substanz aus. Subakut können sowohl eine Demyelinisierung mit
Ansammlungen von reaktiven Astrozyten, Gemistozyten und Makrophagen als auch
eine perivaskuläre, lymphoplasmazelluläre Infiltration auftreten. Letztere sind in
chronischen Fällen besonders stark ausgeprägt (WÜNSCHMANN et al. 1997). Histopathologisch finden sich intranukleäre oder intrazytoplasmatische, eosinophile Einschlusskörperchen in Gliazellen, Neuronen, Ependymzellen und meningealen Zellen. Die Absicherung der histopathologischen Diagnose erfolgt in der Regel mittels
Immunhistochemie oder in-situ-Hybridisierung durch spezifischen Virus-Antigenbzw. -RNA-Nachweis in Lymphozyten, Makrophagen, Ependymzellen, Gliazellen
und Neuronen in den veränderten Lokalisationen des ZNS (GAEDKE et al. 1995;
BAUMGÄRTNER et al. 1999).
14
2 LITERATURÜBERSICHT
2.1.10 Tollwutvirus
Tollwut wird durch ein neurotropes Rhabdovirus, Genus Lyssavirus ausgelöst. Empfänglich sind alle warmblütigen Tiere inklusive dem Menschen. Die Tollwut zählt zu
den wichtigsten Zoonosen. Häufig wird das Virus durch infektiösen Speichel über
Bisse oder Kontakt mit offenen Wunden übertragen (BRAUND 2001). Durch retrograden, axonalen Transport über periphere Nervenbahnen, vorwiegend den Nervus
trigeminus und die Spinalnerven, gelangt das Tollwutvirus schnell ins ZNS, von wo
aus es schließlich neurogen wieder in andere Organe, z.B. Speichel- und Tränendrüse, streut (SUMMERS, CUMMINGS und DE LAHUNTA 1995). Histopathologisch
zeigt sich im ZNS eine meist geringgradige, multifokale, lymphohistiozytäre Polioenzephalomyelitis und Ganglionitis mit perivaskulären Infiltraten, Gliose und neuronaler Degeneration, wobei Pons, Hypothalamus und zervikales Rückenmark unter
Aussparung der Medulla oblongata am stärksten betroffen sind (NIETFELD et al.
1989; PALMER et al. 1985). In Purkinjezellen und Neuronen des Ammonshorns finden sich oft intrazytoplasmatische Einschlusskörperchen (Negri-Körperchen), die
aber nur immunhistochemisch durch Nachweis von Tollwutvirus-Antigen eindeutig
von Pseudo-Einschlusskörperchen bei der Katze und bei Hunden auftretenden „lamellar bodies“ (NIETFELD et al. 1989) zu unterscheiden sind (SUMMERS, CUMMINGS und DE LAHUNTA 1995).
Bei natürlichen Infektionen kann die Diagnose klinisch mittels Antikörper-Nachweis
in der Zerebrospinalflüssigkeit zuverlässig gestellt werden. Post mortem erfolgt die
Verifizierung der Diagnose meist mittels immunhistochemischem Antigennachweis
in Neuronen und Gliazellen (PALMER et al. 1985).
2.1.11 Borna Disease-Virus
Das Borna Disease-Virus (BDV) ist ein hochgradig neurotropes, behülltes RNAVirus, das seit langem bei Pferden und Schafen beschrieben wird (ROTT und BECHT
1995). Bei Pferden, anderen Equiden und Schafen wird die Krankheit am häufigsten
beobachtet, tritt aber auch bei Zootieren, Rindern und anderen Säugetieren auf
(HEINIG 1969; ROTT und BECHT 1995). Die Infektion erfolgt vermutlich intranasal
und das Virus gelangt retrograd axonal über den N. olfactorius und eventuell über
15
2 LITERATURÜBERSICHT
den N. trigeminus zum ZNS (MORALES et al. 1988; ROTT und BECHT 1995). Natürliche BDV-Infektionen beim Hund sind nur vereinzelt beschrieben (WEISSENBÖCK,
SUCHY und HOLZMANN 1998; OKAMOTO et al. 2002). Histopathologisch zeigte
sich bei diesen Hunden dabei eine lymphozytäre Meningitis, eine hochgradige, perivaskuläre, lymphohistiozytäre Polioenzephalitis vor allem im lateroventralen Cortex
cerebri, in Ammonshorn und Hirnstamm. Weiterhin zeigten die Tiere teilweise
hochgradige neuronale Nekrosen. Diese Veränderungen entsprechen weitgehend
denen beim Pferd, das ebenfalls eine lymphohistiozytäre Poliomeningoenzephalitis,
selten auch mit vereinzelten neuronalen Nekrosen, aufweist (ROTT und BECHT
1995). Bei den bisher beschriebenen Hunden mit BDV-Infektion konnte VirusAntigen immunhistochemisch in Neuronen, Astrozyten, Oligodendrozyten und diffus im Neuroparenchym nachgewiesen werden (WEISSENBÖCK et al. 1998; OKAMOTO et al. 2002).
BORNAND et al. (1998) berichten von einer BDV-Infektion einer Katze mit Anfallsleiden. Histopathologisch ist eine hochgradige, lymphohistiozytäre Poliomeningoenzephalitis vor allem im Thalamus, in den Basalganglien, im Ammonshorn und in der
frontalen Großhirnrinde beschrieben; intranukleäre Einschlüsse werden nicht nachgewiesen. Immunhistochemisch konnte Virus-Antigen in Neuronen und Astrozyten
in den veränderten Lokalisationen und vereinzelt in perivaskulären Makrophagen
nachgewiesen werden. Virus-spezifische RNA war mittels in-situ-Hybridisierung in
vergleichbaren Gehirnarealen in geringerem Maße nachweisbar. Einzelne Autoren
vermuten weiterhin, dass die als „Staggering Disease“ bekannte Erkrankung bei Katzen vom Borna Disease Virus ausgelöst wird (LUNDGREN et al. 1995a und 1995b).
Klinisch kann eine BDV-Infektion durch Antikörper-Nachweis in der Zerebrospinalflüssigkeit oder im Serum identifiziert werden (HERZOG et al. 1994). Post mortem gelingt der Nachweis einer Infektion mittels Immunhistochemie, in-situHybridisierung oder PCR (HERDEN et al. 1999a).
2.1.12 Enzephalomyokarditisvirus
Das Enzephalomyokarditisvirus (EMCV) ist ein weltweit verbreitetes Picornavirus,
Genus Cardiovirus. Das Virus oder Virus-spezifische Antikörper können bei vielen
16
2 LITERATURÜBERSICHT
Tierarten nachgewiesen werden, unter anderem bei Primaten, Mäusen, Ratten,
Schweinen, Pferden und Elefanten, wobei Ratten als das natürliche Erregerreservoir
gelten (NOWOTNY et al. 1993). Bei Katzen in Österreich konnte in einer Studie eine
sehr niedrige Seroprävalenz für EMCV bei Katzen nachgewiesen werden (NOWOTNY 1996). Histopathologische Veränderungen bei Katzen infolge einer EMCVInfektion sind bislang nicht bekannt. Die Übertragung des Virus erfolgt entweder via
Indigestion von Fäzes oder Kadavern infizierter Nager bzw. horizontal innerhalb einer Tierart über infektiöse Exkrete (BILLINIS et al. 2004). Bei experimentell infizierten Mäusen zeigt das EMCV einen deutlichen Neurotropismus und führt zu einer
perivaskulären, lymphohistiozytären Poliomeningoenzephalomyelitis, wobei TLymphozyten vermutlich eine entscheidende Rolle bei deren Entwicklung spielen
(TOPHAM et al. 1991). Auch beim Menschen treten vereinzelt EMCV-assoziierte
nicht-eitrige Meningoenzephalitiden auf, wobei der Erreger bislang nicht aus dem
ZNS betroffener Patienten isoliert werden konnte (LaRUE et al. 2003; NOWOTNY et
al. 1993). Verschiedene Studien an Ratten und Zelllinien lassen vermuten, dass die
Infektion von Neuronen abhängig vom Alter des Tieres sein könnte (SU et al. 2003;
IKEGAMI, TAKEDA und DOI 1997).
Beim Schwein besitzt das Virus einen ausgeprägten Myokardtropismus und verursacht dort vor allem eine multifokale bis diffuse, interstitielle, lymphohistiozytäre
Myokarditis (PSYCHAS et al. 2001). Diese verläuft bei Ferkeln häufig akut und führt
zu einer hohen Mortalitätsrate. Bei Sauen kann es zu Reproduktionsstörungen kommen (PSYCHAS et al. 2001). Nach experimenteller Infektion werden bei Schweinen
in der Großhirnrinde, Ammonshorn, Medulla oblongata, Kleinhirn und Meninx perivaskuläre lymphozytäre Infiltrate beobachtet (LaRUE et al. 2003). Bei Mäusen werden in dieser Studie von LaRUE et al. (2003) außerdem Infiltrate im Hypothalamus
beobachtet; bei Makaken ist überwiegend das gesamte Großhirn betroffen. Die histopathologischen Veränderungen beschränken sich hauptsächlich auf Herz und ZNS,
wobei bei Schweinen und Makaken teilweise auch die Milz entzündlich verändert
ist. Bei Mäusen und Makaken gelingt der Virus-Nachweis dabei neben Myokard und
ZNS auch in histologisch unveränderten Organen wie Milz, Niere, Leber und Skelettmuskel sowie im Blut. Bei Schweinen wird das Virus neben Myokard, ZNS und
17
2 LITERATURÜBERSICHT
Blut noch in der Milz, selten in der Leber, aber nie in Niere und Skelettmuskel nachgewiesen, wobei nicht beschrieben wird, in welchen Zellen das EMCV dargestellt
wird (LaRUE et al. 2003).
Der Erreger-Nachweis erfolgt entweder durch Virusisolation in Zellkultur, durch
den Nachweis Virus-spezifischer RNA mittels RT-PCR an Frisch- oder Paraffineingebettetem Material bzw. mittels in-situ-Hybridisierung oder durch den Nachweis
von Virus-Antigen mittels Immunhistochemie (LaRUE et al. 2003; PSYCHAS et al.
2001). Im Herzen lässt sich Virus-Antigen sowohl zytoplasmatisch, als auch intranukleär in Herzmuskelzellen und Purkinjezellen nachweisen (VLEMMAS et al.
2000). Aufgrund des Nachweises von Virusantigen in den Epithelzellen aller Organe
experimentell infizierter Ferkel, wird ein zusätzlicher Epitheltropismus vermutet
(PAPAIOANNOU et al. 2003). Da in dieser Studie weiterhin regelmäßig VirusAntigen in Makrophagen von Tonsille und Milz vorhanden war, wird eine Rolle der
Makrophagen bei der Virusreplikation und –verteilung angenommen.
Bei Hunden sind in der mir zur Verfügung stehenden Literatur bislang keine EMCVInfektionen beschrieben.
2.1.13 Felines Leukämie-Virus
Das feline Leukämie-Virus (FeLV) ist ein onkogenes Retrovirus, das nur bei Katzen
auftritt und bei Hauskatzen weit verbreitet ist. Es wird hauptsächlich durch Speichel
übertragen. Die routinemäßige Impfung gegen FeLV scheint die Tiere hauptsächlich
vor der Entwicklung eines malignen Lymphoms, nicht aber vor einer Infektion zu
schützen (ROHN und OVERBAUGH 1999). Das Virus kann nach einer virämischen
Phase in Lymphozyten und Makrophagen verschiedene Organe befallen und dort
über Jahre persistieren, ohne klinische Symptome auszulösen (HOOVER und MULLINS 1991). Durch eine ausreichende Immunantwort kommt es entweder zur VirusClearance oder die Tiere bleiben virämisch ohne klinische Symptome zu zeigen
(HOOVER und MULLINS 1991). Häufig induziert das FeLV Neoplasmen wie das
maligne Lymphom (REINACHER 1989). Darüber hinaus können infizierte Katzen
aufgrund ihrer Immunsuppression FeLV-assoziierte Erkrankungen wie z.B. Knochenmarksschädigungen, Enteritiden, Glomerulonephritiden oder Reproduktions-
18
2 LITERATURÜBERSICHT
störungen entwickeln. Sehr selten löst das FeLV autoimmune Erkrankungen aus
(REINACHER 1989). FeLV ist auch möglicher Verursacher des so genannten „fading
kitten“- Syndroms (BUCHELER 1999).
CARMICHAEL, BIENZLE und McDONNELL (2002) berichten von einer FeLVassoziierten, degenerativen Myelopathie und weisen FeLV-Antigen in Gliazellen,
Endothelzellen und zum ersten Mal auch in natürlich infizierten Neuronen nach. Da
sich das Virus in chronischen Fällen vor allem in Kapillarendothelien des ZNS repliziert, wird als Fortsetzung der hämatogenen Ausbreitung eine Infektion von Astrozyten über ihre perivaskulären Fußfortsätze als mögliche Eintrittspforte ins ZNS diskutiert. Weiterhin sollen bei einer FeLV-positiven Katze perivaskuläre, lymphozytäre
Infiltrate im ZNS aufgetreten sein (CARMICHAEL zitiert nach CARMICHAEL,
BIENZLE und McDONNELL 2002). Beim Menschen wurden bei 4 Fällen von humaner T-Zell-Leukämie-Virus-assoziierter Myelopathie gleichzeitig auch entzündliche
Veränderungen des Rückenmarkes nachgewiesen (AYE et al. 2000). Bei chronischen
FeLV-Infektionen kann es ebenfalls zu Neuropathien kommen, die mit lymphozytären Infiltraten in peripheren Nerven oder Rückenmark einhergehen können (APPEL
1987). FeLV-Antigen wird in der Regel immunhistochemisch nachgewiesen (KIPAR,
KREMENDAHL und JACKSON 2001).
2.1.14 Felines Immundefizienz-Virus
Das feline Immundefizienz-Virus (FIV) ist ein Lentivirus mit Tropismus zu TLymphozyten und morphologischer Ähnlichkeit zum humanen ImmundefizienzVirus (HIV), das bei Katzen vorkommt (YAMAMOTO et al. 1988). Die Übertragung
erfolgt hauptsächlich über Biss- und Kratzverletzungen. Die Inkubationszeit kann
stark variieren; typischerweise treten Fieber, Lymphknotenschwellung, erosive Stomatitis, Uveitis und Leukopenie auf (SPARKES et al. 1993). Im weiteren Verlauf
kommt es aufgrund der sich entwickelnden Immundefizienz häufig zu Begleit- und
Sekundärinfektionen, wie FIP-, FeLV- oder bakteriellen Infektionen (HOPPER et al.
1989; SPARKES et al. 1993). Das feline Immundefizienz-Virus ist darüber hinaus neurotrop und neurovirulent (ABRAMO et al. 1995). FIV-Infektionen werden als Modell
für humane Immundefizienz-Virus-Infektionen des ZNS genutzt (PODELL et al.
19
2 LITERATURÜBERSICHT
2000). Das FIV gelangt sehr früh im Verlauf der Infektion hämatogen ins ZNS
(PHILLIPS et al. 1994). Trotzdem zeigen nur etwa 30% der natürlich FIV-infizierten
Katzen neurologische Symptome (SPARKES et al. 1993). Histopathologisch wird bei
solchen Tieren eine diffuse Gliose, eine perivaskuläre, lymphozytäre Infiltration vor
allem in der weißen Substanz des Großhirns, aber auch in Medulla oblongata und
Rückenmark sowie eine Vakuolisierung der weißen Substanz beobachtet (GUNNMOORE et al. 1996). Bei experimentellen FIV-Infektionen von Katzen kann es zusätzlich zu einer nodulären Gliose, zu einer lymphozytären Meningitis und zu perivaskulären, meningealen Verkalkungen kommen (ABRAMO et al. 1995; PODELL et
al. 1993). Bei Menschen treten im späten Stadium von Immundefizienz VirusInfektionen typischerweise Riesenzellen auf, die bei FIV-Infektionen nur selten zu
finden sind. Dies ist darauf zurückzuführen, dass Katzen mit ZNS-Manifestation einer FIV-Infektion häufig bereits vor Erreichen dieses Stadiums euthanasiert werden
(GUNN-MOORE et al. 1996). Sowohl Zytokine als auch viral kodierte Proteine induzieren möglicherweise die beschriebenen Läsionen (ABRAMO et al. 1995). Im ZNS
scheinen Astrozyten und Mikrogliazellen die Zellen zu sein, in denen sich das FIV
vermehrt, da FIV-spezifisches Antigen bzw. DNA mittels Immunhistochemie bzw.
in-situ-Hybridisierung in Gemistozyten und Gliazellen der weißen Substanz nachgewiesen werden kann (ABRAMO et al. 1995; GUNN-MOORE et al. 1996). Die Abwesenheit von spezifischen Serumantikörpern schließt jedoch eine FIV-Infektion des
ZNS nicht aus (GUNN-MOORE et al. 1996).
In der Literatur ist beim Hund bislang keine Infektion des ZNS mit einem Immundefizienz-Virus beschrieben.
2.1.15 Prion ProteinSC
Prionen sind infektiöse Proteine (ALPER et al. 1967), die bei verschiedenen Tierarten
transmissible spongiforme Enzephalopathien (TSE) auslösen können, wie z.B. die im
vergangenen Jahrzehnt epidemisch verlaufene bovine spongiforme Enzephalopathie
(BSE). Das veränderte Prion Protein (PrPsc) wird oral aufgenommen. Über das
lymphofollikuläre System und auf neurogenem Wege gelangt der Erreger dann ins
ZNS (VAN KEULEN et al. 2000; VAN KEULEN et al. 2002). Weiterhin sind Prione-
20
2 LITERATURÜBERSICHT
nerkrankungen z.B. bei Schafen (Scrapie) und bei Menschen bekannt (CreutzfeldtJakob-Krankheit) (HARDT, BARON und GROSCHUP 2000). Im Jahr 1990 ist zum ersten Mal ein Fall von feliner spongiformer Enzephalopathie (FSE) beobachtet und
verändertes Prion Protein bei einer Hauskatze nachgewiesen worden (WYATT et al.
1990). Die Möglichkeit einer TSE bei Hunden wird zwar diskutiert, ein Nachweis ist
bislang allerdings nicht erbracht worden (KORTZ et al. 1997; HEIM et al. 2002).
In den Jahren 1990 bis 2002 sind 97 Fälle von FSE in Großbritanien aufgetreten
(HEIM et al. 2002). In Europa ist darüber hinaus FSE lediglich bei einer norwegischen
Waldkatze aus Norwegen, einem Kater aus Lichtenstein sowie jeweils einer Katze in
der Schweiz und in Irland beobachtet worden (HEIM et al. 2002; DEMIERRE et al.
2002; BRATBERG, UELAND und WELLS 1995). Klinisch ist die Feline Spongiforme
Enzephalopathie (FSE) durch progressive neurologische Veränderungen wie Ataxie,
Hyperreaktivität und Verhaltensänderungen charakterisiert (RYDER et al. 2001).
Histologisch stellt sich das Neuropil der grauen Substanz bei FSE, wie bei allen
transmissiblen spongiformen Enzephalopathien, vakuolisiert dar. In der Regel ist das
gesamte Neuropil betroffen, wobei die stärksten Veränderungen meist in Groß- und
Kleinhirnrinde, medialem Corpus geniculatum, Thalamus, Corpus striatum und den
Kernen des Mesencephalon zu finden sind. Außerdem werden singuläre bzw. multiple Vakuolen in Neuronen und aktivierten Astrozyten sowie eine Mikrogliaaktivierung beobachtet (WYATT et al. 1991).
Der Nachweis von verändertem Prion Protein erfolgt in der Regel immunhistochemisch (HARDT, BARON und GROSCHUP 2000).
2.2 Bakterien
Im Gegensatz zum Menschen kommt es bei Hund und Katze nur selten zu einer bakteriell bedingten Meningoenzephalitis (MERIC 1988). Bei Neugeborenen handelt es
sich dabei meist um septische Prozesse, sodass die Erreger hämatogen ins ZNS gelangen. Bei älteren Tieren besiedeln Bakterien das ZNS meist neurogen, otogen, rhinogen oder über die Zerebrospinalflüssigkeit (PLATT und RADAELLI 2000).
21
2 LITERATURÜBERSICHT
2.2.1 Listeria monocytogenes
Der Erreger der Listeriose ist das fakultativ intrazelluläre und fakultativ anaerobe,
Gram-positive Bakterium Listeria monocytogenes. Die Infektion erfolgt bei Haussäugetieren in der Regel oral über unsachgemäß gelagerte Silage (CAMPERO et al. 2002).
Die bei Tier und Mensch am häufigsten isolierten Serotypen sind 1/2a und 4b
(WEINSTOCK, HOTON und ROWLAND 1995). Man unterscheidet drei meist nicht
überlappende Krankheitsbilder: Septikämie, Metritis und Aborte sowie Meningoenzephalitis (WEINSTOCK, HOTON und ROWLAND 1995). Eine Septikämie entwickelt sich besonders bei jungen Wiederkäuern, Schweinen, Kaninchen, Meerschweinchen, Chinchillas und Vögeln. Vor allem bei Schafen und Rindern werden Metritiden, Plazentitiden und Aborte beobachtet. Eine Meningoenzephalitis tritt meist bei
Schaf, Ziege und Rind auf, wird aber selten auch bei Mensch, Pferd, Schwein und
Hund beschrieben (CAMPERO et al. 2002; SCHROEDER und RENSBURG 1993). Der
Erreger gelangt dabei meist neurogen, vor allem über die Nn. trigeminus und glossopharyngeus, ins ZNS (REBHUN 1987). Selten entwickeln Lämmer infolge hämatogener bzw. septikämischer Erregerausbreitung eine diffuse Meningoenzephalitis
(PALMER 1984). Listerien werden auch bei einem Waschbären im Zentrum einer
großflächigen Nekrose im Hirnstamm mit histopathologisch darstellbaren grampositiven Bakterien, einer eitrigen Enzephalitis und einer assoziierten Meningitis beschrieben und immunhistochemisch nachgewiesen (AOYAGI et al. 2000). Da gleichzeitig eine Staupevirus-Infektion vorlag, vermuten die Autoren eine opportunistische
Infektion mit Listerien.
Histopathologisch ist die Listeriose im ZNS durch Mikroabszesse, fokale Gliose und
perivaskuläre, pyogranulomatöse bis granulomatöse Infiltrate gekennzeichnet, wobei
der Schwerpunkt der Läsionen oft im Hirnstamm liegt. Weiterhin tritt eine gemischtzellige Meningitis auf (CAMPERO et al. 2002; STORTS 1995). Da die Isolierung des
Erregers häufig nicht gelingt, halten viele Autoren den immunhistochemischen
Nachweis der Listerien im ZNS für wesentlich sensitiver (WEINSTOCK, HOTON
und ROWLAND 1995; CAMPERO et al. 2002). Listeria monocytogenes-Antigen findet
sich hauptsächlich intrazellulär in neutrophilen Granulozyten und Makrophagen
(WEINSTOCK, HOTON und ROWLAND 1995). Vereinzelt wurde Listeria monocyto-
22
2 LITERATURÜBERSICHT
genes-Antigen im Gehirn auch in Axonen von Gehirnnerven und in Neuronen nachgewiesen (SUMMERS, CUMMINGS und DE LAHUNTA 1995). Bei experimentell infizierten Mäusen wurde Listeria monocytogenes-Antigen zusätzlich in Plexusepithelzellen und Ependymzellen gefunden (SCHLUTER et al. 1996).
Bei Katzen wird in der Literatur bislang nicht von Infektionen des ZNS mit Listerien
berichtet.
2.2.2 Chlamydien
Chlamydien sind Gram-negative, obligat intrazelluläre Bakterien mit ubiquitärem
Vorkommen. Sie verursachen beim Geflügel die Psittakose bzw. Ornithose, die aufgrund ihres humanpathogenen Potenzials anzeige- bzw. meldepflichtig sind (SACHSE und GROßMANN 2002). Die Infektion erfolgt oral. Beim Menschen lösen Chlamydien überwiegend grippeähnliche Symptome, aber auch schwere Pneumonien,
Endokarditiden und selten Enzephalitiden aus (SACHSE und GROßMANN 2002;
GUGLIELMINOTTI et al. 2000). Beim Rind ist die durch eine Chlamydien-Infektion
ausgelöste sporadische bovine Enzephalomyelitis, auch „Buzz Disease“ genannt, bekannt (STORZ und KALTENBÖCK 1993). Sie tritt im Rahmen einer generalisierten
Chlamydien-Infektion auf, die hämatogen auch das ZNS erreicht. Es kommt bei der
„Buzz Disease“ zu einer Vaskulitis und perivaskulären, nicht-eitrigen Infiltraten vor
allem in Hirnstamm, Medulla oblongata und Pons, aber auch in der Meninx (STORZ
und KALTENBÖCK 1993). Bei Katzen sind Chlamydien Mitverursacher des Katzenschupfen-Komplexes und können bei älteren Tieren auch Keratokonjunktivitiden
auslösen, die ebenfalls auf den Menschen übertragbar sind (SACHSE und GROßMANN 2002). Über mögliche Chlamydien-Infektionen des ZNS ist bei Katzen nichts
bekannt (WERTH 1989; STORZ und KALTENBÖCK 1993; SACHSE und GROßMANN 2002). Dagegen wird eine ätiologische Beteiligung von Chlamydien an Enzephalitiden des Hundes als möglich erachtet (WERTH 1989). GIROUD, ROGER und
CONTINI (1955) gelang es, ein „Chlamydien-ähnliches“ Agens aus dem ZNS eines
Hundes mit einer nicht-eitrigen Enzephalitis zu isolieren, das nach Infektion von Kaninchen eine Chlamydien-spezifische Serokonversion hervorrief. Bei experimentell
infizierten Hunden werden regelmäßig gemischtzellige Enzephalitiden, Myelitiden
23
2 LITERATURÜBERSICHT
und auch Neuritiden beobachtet (WERTH 1989). In manchen Studien konnten Chlamydien aus dem ZNS von experimentell infizierten Hunden mit einer gemischtzelligen Leptomeningitis isoliert werden (YOUNG, STORZ und MAIERHOFER 1972).
Der Nachweis einer ZNS-Infektion kann durch Darstellung von ChlamydienAntigen immunhistochemisch, bzw. durch Nachweis Chlamydien-spezifischer DNA
mittels PCR oder durch Bestimmung des Antikörpertiters in der Zerebrospinalflüssigkeit geführt werden (SACHSE und GROßMANN 2002).
2.2.3 Mykoplasmen
Mykoplasmen sind Prokaryonten, die seit 1993 nicht mehr zu den Bakterien, sondern
zu den Tenericutes, Ordnung Mycoplasmaceae gezählt werden (KIRCHHOFF und
RUNGE 1998). Sie sind durch Zellwandlosigkeit, eine geringe Zell- und Genomgröße
und einen geringen Gehalt an den Basen Guanin und Cytosin in der DNA charakterisiert. Mykoplasmen-Infektionen treten bei Säugetieren, Fischen, Vögeln, Reptilien
und Insekten auf (KIRCHHOFF und RUNGE 1998). Die einzelnen MykoplasmenArten sind dabei meist Spezies-spezifisch, induzieren die Produktion verschiedener
Serum-Antikörper und sind unterschiedlich pathogen (KIRCHHOFF und RUNGE
1998). Eine Infektion erfolgt häufig bei der Geburt oder in den ersten Lebenstagen,
wobei die Mykoplasmen je nach Pathogenität auf den hauptsächlich besiedelten
Schleimhäuten von Respirations- und Urogenitaltrakt kommensalisch leben können
oder Erkrankungen wie z. B. Pleuropneumonien, Mastitiden, Endometritiden und
Keratokonjunktivitiden induzieren (KIRCHHOFF und RUNGE 1998). KIRCHHOFF
et al. (1989) zeigen, dass fast alle pathogenen Mykoplasmen unter anderem auch Polyarthritiden verursachen können. Ein Zusammenhang zwischen MykoplasmenInfektionen und Erkrankungen des Nervensystems ist bisher bei der Maus und beim
Menschen beschrieben. Die neurotrope Spezies Mycoplasma neurolyticum induziert
die so genannte „Rollkrankheit“ der Maus, die vermutlich durch ein Exotoxin vermittelt wird (TULLY und RUCHMANN 1964). Beim Menschen wird bei einer serologisch nachgewiesenen Mycoplasma pneumoniae-Infektion von einer assoziierten Beteiligung des peripheren und zentralen Nervensystems berichtet (PFAUSLER et al.
2002), die sich vor allem bei Kindern in Form einer Enzephalitis zu manifestieren
24
2 LITERATURÜBERSICHT
scheint. Als Pathogenitätsmechanismen werden dabei eine hämatogene ZNSInvasion, autoimmune und neurotoxische Mechanismen diskutiert (GRAY und ALONSO 2002). Ein Erregernachweis im zentralen oder peripheren Nervensystem gelang bislang jedoch nicht (PFAUSLER et al. 2002). Weder beim Hund noch bei der
Katze ist bislang von Mykoplasmen-Infektionen des ZNS oder von Mykoplasmenassoziierten ZNS-Erkrankungen berichtet worden (KIRCHHOFF und RUNGE 1998;
SLAVIK und BEASLEY 1992).
2.2.4 Escherichia coli
Escherichia (E.) coli ist ein ubiquitäres gram-negatives, stäbchenförmiges Bakterium,
das Bestandteil der natürlichen Darmflora von Warmblütern mit Ausnahme von
Meerschwein und Chinchilla ist (DEB ROY und MADDOX 2001). Manche Stämme
bilden verschiedene Virulenzfaktoren und können vor allem bei Jungtieren Erkrankungen auslösen (DEB ROY und MADDOX 2001). Bei Hund und Katze kommt es
nach Infektionen mit pathogenen E. coli-Stämmen überwiegend zu gastrointestinaler
Besiedelung mit entsprechender klinischer Symptomatik; es sind aber auch Infektionen des Urogenitaltraktes und Septikämie bekannt (BEUTIN 1999). Darüber hinaus
beschreiben MAEDA et al. (1993) ein neues, vermutlich E. coli-induziertes Krankheitsbild beim Beagle. Als Zufallsbefund wurde bei 7 klinisch gesunden Hunden eine
granulomatöse Leptomeningitis ohne Gefäßassoziation beobachtet. Makrophagen
und Riesenzellen mit stark eosinophilem, vakuolisiertem Zytoplasma charakterisierten den Entzündungstyp. Bei Tieren, die hochgradige Veränderungen aufwiesen,
fanden sich vereinzelt auch perivaskuläre „Cuffs“ in der grauen und weißen Substanz des gesamten ZNS. Immunhistochemisch wurde E. coli-Antigen im Zytoplasma
der Makrophagen in der Meninx aller 7 Tiere, nicht aber in den perivaskulären Cuffs
nachgewiesen. Ein dieser granulomatösen Leptomeningitis teilweise ähnliches
Krankheitsbild wird später von derselben Arbeitsgruppe bei weiteren Beageln beschrieben. Im Unterschied zu den 1993 beschriebenen Fällen weisen diese zusätzlich
konzentrische, zytoplasmatische Einschlüsse in Makrophagen auf, so genannte Michaelis-Gutmann-Körperchen (MAEDA et al. 1994). Diese gelten beim Menschen als
pathognomonisch für eine als Malakoplakie bekannte, seltene Erkrankung mit granulomatösem Entzündungscharakter, die überwiegend im Urogenitaltrakt, verein25
2 LITERATURÜBERSICHT
zelt aber auch im Großhirn und anderen Organen auftritt (EVANS, FRENCH und
ROSE 1998; MAEDA et al. 1993). Beim Mensch vermuten EVANS, FRENCH und
ROSE (1998) E. coli als auslösendes Agens der Malakoplakie im Urogenitaltrakt. RICKERT et al. (2000) berichten zum ersten Mal von einer E. coli-assoziierten zerebralen
Malakoplakie eines Mannes. Beim Mensch führt man die Erkrankung auch auf einen
lysosomalen Defekt der Makrophagen zurück (RICKERT et al. 2000). Beim Beagle
wird ein gleichartiger Makrophagen-Defekt vermutet (MAEDA et al. 1993).
2.2.5 Weitere bakterielle Infektionserreger
Unter den bakteriellen Infektionen des ZNS stellt die Neuroborreliose beim Menschen
eine der wichtigsten Erkrankungen dar. Beim Hund werden im Zusammenhang mit
Borrelien-Infektionen lymphohistiozytäre Meningitiden und vereinzelt auch Enzephalitiden beobachtet, aber ein Erreger-Nachweis im ZNS steht bislang noch aus
(MANDEL, SCHNEIDER und BOSLER 1993; CHANG et al. 2001; LITTMAN 2003).
Der Erreger der „Cat Scratch Disease“ des Menschen, Bartonella henselae, verursacht
bei diesem unter anderem auch Enzephalopathien, Myelopathien und Meningitiden
(MUNANA et al. 2001). BREITSCHWERDT et al. (1999) beobachten vorübergehende
Episoden neurologischer Symptome bei experimentell infizierten Katzen und isolieren Bartonella-DNA aus dem histologisch unveränderten ZNS der Tiere. Histopathologische Veränderungen im ZNS von Katzen sind im Zusammenhang mit Bartonellen bislang nicht beschrieben worden (GUPTILL 2003). Beim Hund fehlen bislang
Hinweise,
dass
Bartonellen
eine
Infektion
des
ZNS
bedingen
können
(BREITSCHWERDT et al. 1999).
Leptospiren, eine Spirochätenart, vermehren sich unter anderem auch im ZNS. Beim
Menschen manifestiert sich dies hauptsächlich als eine durch Antigen-AntikörperKomplexe induzierte aseptische Meningitis (PANICKER et al. 2001). Bei Hunden mit
einer Leptospiren-Infektion werden vereinzelt neurologische Störungen beobachtet,
die auf eine mögliche ZNS-Beteiligung in Form einer Meningitis hinweisen (RENTKO et al. 1992). Bei Katzen, die insgesamt weniger empfänglich für LeptospirenInfektionen zu sein scheinen, gibt es keine Hinweise für ZNS-Infektionen (LANGSTON und HEUTER 2003).
26
2 LITERATURÜBERSICHT
2.3 Parasiten
Im ZNS sind sowohl Zestoden- und Nematoden- als auch Protozoen-Infektionen beschrieben. Die größte Bedeutung hiervon haben protozoäre Infektionen mit Toxoplasma gondii beim Hund und selten auch bei der Katze sowie Neospora caninum
beim Hund (BRAUND 2001). Beide können eine multifokale, lymphohistiozytäre bis
granulomatöse Enzephalitis teils mit hochgradigen Parenchymnekrosen induzieren.
Häufig liegen Tachyzoiten aber auch reaktionslos im Zytoplasma von Glia- und Mesenchymzellen oder selten von Neuronen (Toxoplasma gondii) bzw. vor allem von Kapillarendothelien und Neuronen (Neospora caninum) (DUBEY 1990). Außerdem kann
es zur Ausbildung von Gewebezysten kommen, wobei die Zystenwand von Neospora
caninum dicker ist als die von Toxoplasma gondii (DUBEY 1990). Tachyzoiten und die
in den Zysten enthaltenen Bradyzoiten stellen dabei unterschiedliche Entwicklungsstadien der Organismen dar. Neospora caninum-Infektionen treten vor allem bei Hunden bis zu einem Alter von 10 Monaten auf, kommen aber auch bei alten Hunden
vor (LINDSAY und DUBEY 1989; CANTILE und ASPICI 2002). Infektionen mit Toxoplasma gondii treten in allen Altersgruppen auf. In der Regel kommt es aber lediglich bei intrauterin infizierten bzw. jungen oder immunsupprimierten Tieren zu einer
nicht-eitrigen Meningoenzephalitis (WILSON und HUNTER 2004). Die Unterscheidung sowohl der beiden Protozoen-Arten als auch von Tachyzoiten und Bradyzoiten
erfolgt meist immunhistochemisch (LINDSAY und DUBEY 1989; PETERS et al. 2000).
Babesien, eine weitere Protozoen-Art, werden durch Zecken oder transplazentar übertragen (TABOADA und MERCHANT 1991). Sowohl Hunde als auch Katzen können
eine Babesiose entwickeln, wobei vereinzelt befallene Erythrozyten Gefäße verschließen und eine ZNS-Beteiligung in Form eines zerebralen Infarktes und Blutungen induzieren (JACOBSON und CLARK 1994).
Dirofilaria immitis, der so genannte Herzwurm, gehört zu den Nematoden und wird
in der Regel in der rechten Herzkammer und in den Pulmonalarterien von Hunden,
seltener auch von Katzen gefunden (PATTON und GARNER 1970). Gelegentlich tritt
er auch im ZNS adulter Hunde und Katzen auf, wo er durch den Verschluss von Gefäßen Infarkte induziert, aber auch granulomatöse Entzündungen auslösen kann
(PATTON und GARNER 1970; BRAUND 2001).
27
2 LITERATURÜBERSICHT
2.4 Rickettsien
Rickettsien sind Gram-negative, unbegeißelte Organismen, die obligat intrazellulär
leben und zu denen die Stämme Ehrlichia (nur tierpathogen) und Rickettsia (außerdem humanpathogen) gezählt werden (WOODY und HOSKINS 1991). In Deutschland stellen die durch Zecken übertragenen Ehrlichien die wichtigste Gruppe dar.
Bei der Ehrlichiose des Hundes wird sporadisch eine Beteiligung des ZNS in Form
einer lymphohistiozytären oder granulozytären Meningoenzephalitis beobachtet
(GLAUS und JAGGY 1992; MARETZKI, FISHER und GREENE 1994). Bei der Katze
wird ebenfalls von einer Ehrlichiose berichtet, eine ZNS Beteiligung konnte aber
nicht beobachtet werden (NEER 1998).
2.5 Pilze
Cryptococcus neoformans gehört zur Gattung der Sprosspilze und ist für Hunde (MALIK et al. 1995) und Katzen (PAL 1990) der wichtigste Erreger einer Pilzinfektion des
ZNS. Selten treten aber auch Infektionen mit Aspergillus-Arten oder Hefepilzen auf
(SORJONEN 1992). Meist erfolgt eine Pilz-Infektion primär aerogen. Die Besiedelung
des ZNS erfolgt hämatogen oder neurogen. Histologisch reichen die Veränderungen
von einer geringgradigen, nicht-eitrigen Meningitis bis hin zu einer hochgradigen,
granulomatösen Enzephalitis (SCHAER, JOHNSON und NICHOLSON 1983;
GERDS-GROGAN und DAYRELL-HART 1997).
2.6 Algen
Sehr selten kann es beim Hund zur Infektion mit Prototheca species, ubiquitären achlorophyllen Algen, kommen (TYLER, LORENZ und BLUE 1980). Die histopathologischen Veränderungen sind in allen Organen und dem ZNS zu finden und in der Regel pyogranulomatöser Natur, wobei meist massenhaft verschiedene Entwicklungsstadien der Organismen im Zentrum der Läsion zu finden sind (MIGAKI et al. 1982).
Von Algeninfektionen des ZNS bei Katzen ist bislang nichts bekannt (METTLER
1983; BRAUND 2001).
28
2 LITERATURÜBERSICHT
2.7 Nichtinfektiöse Entzündungen
2.7.1 Eosinophile Meningoenzephalitis
Das Krankheitsbild der eosinophilen Meningoenzephalitis wird bislang bei drei Golden Retrievern, 3 Rottweilern und 5 weiteren Hunden beschrieben (SMITH-MAXIE
et al. 1989; BENNETT et al. 1997). Die Tiere sind zwischen 4 Monaten und 5 Jahren
alt und alle männlich. Histologisch weisen sie eine hochgradige, eosinophile und 2
der Tiere auch eine granulomatöse Meningitis besonders im Bereich der Großhirnhemisphären mit vakuoliger Degeneration des Parenchyms in diesem Areal auf.
Weiterhin finden sich perivaskuläre, eosinophile Infiltrationen in den oberflächlichen
Bereichen des Großhirns sowie neuronale Degenerationen, Gliose und Astrozytose in
der grauen Substanz. Die Ätiologie und die Pathogenese dieser Erkrankung sind bisher unklar. Der eosinophile Entzündungscharakter und die Ansprechbarkeit auf
Kortikosteroide in manchen Fällen können möglicherweise auf eine immunvermittelte Pathogenese hindeuten (BENNETT et al. 1997). SCHULTZE et al. (1986) berichten
von einer Katze mit eosinophiler Pleozytose in der Zerebrospinalflüssigkeit, die sich
nach Kortikosteroid-Therapie erholte und vermuten eine immunvermittelte Pathogenese.
2.7.2 Granulomatöse Meningoenzephalitis (GME)
Die GME ist eine sporadisch vor allem bei kleinen Hunderassen, wie Terriern, Pudeln, Chihuahuas und Maltesern sowie selten auch bei Katzen, Pferden und Rindern
auftretende Erkrankung (BRAUND 1985). Hierzu zählt vermutlich auch das Krankheitsbild, das früher „entzündliche Retikulose“ oder „Retikulose“ genannt wurde
(GLASTONBURY und FRAUENFELDER 1981). Die Ursache der GME ist nicht geklärt. Diskutiert werden neben genetischer Prädisposition (HARRIS, DIDIER und
PARKER 1988) autoimmune Mechanismen (KIPAR et al. 1998) sowie ungewöhnliche
Reaktionen auf infektiöse Agenzien (BRAUND 1980). Histologische Veränderungen
finden sich überwiegend in der weißen Substanz von Großhirn, kaudalem Hirnstamm, Kleinhirn und Halsmark. Die graue Substanz, die Meningen oder der Plexus
chorioideus können ebenfalls betroffen sein. Die Läsionen sind charakterisiert durch
29
2 LITERATURÜBERSICHT
perivaskuläre Infiltrationen von Makrophagen, Lymphozyten und Plasmazellen,
verwebt mit Retikulinfasern (CORDY 1979). In verschiedenen Lokalisationen können
entweder Lymphozyten oder Makrophagen überwiegen (KIPAR et al. 1998).
2.7.3 Pug Dog (Mops) Enzephalitis
Die so genannte „Pug Dog Enzephalitis“ ist eine nekrotisierende Meningoenzephalitis, die bei Möpsen im Alter von 6 Monaten bis 7 Jahren vorkommt (CORDY und
HOLLIDAY 1989). Für dieses Krankheitsbild wird eine genetische Prädisposition
vermutet (CORDY und HOLLIDY 1989). Die Ätiologie ist bislang unklar. Als infektiöse Ursache ist eine Herpesvirus-Infektion diskutiert worden (CORDY und HOLLIDY 1989), wobei jedoch bislang kein Virus isoliert werden konnte (HINRICHS, TOBIAS und BAUMGÄRTNER 1996). In einer jüngeren Studie konnten bei einigen betroffenen Tieren Antikörper gegen das „glial fibrillary acidic protein“ (GFAP) von
Astrozyten nachgewiesen werden, deren Rolle in der Pathogenese der Erkrankung
jedoch unklar bleibt (UCHIDA et al. 1999). Histologisch zeigen die Tiere eine überwiegend im Großhirn lokalisierte nicht-eitrige Meningoenzephalitis, die durch perivaskuläre Infiltrationen mit Lymphozyten, Plasmazellen und Makrophagen gekennzeichnet ist. Weiterhin treten neuronale Nekrosen und fokale Malazien auf (HINRICHS, TOBIAS und BAUMGÄRTNER 1996). Ähnliche Krankheitsbilder sind auch
bei Maltesern (STALIS et al. 1995), Yorkshire Terriern (TIPOLD et al. 1993) und einem Pekinesen (CANTILE et al. 2001b) beobachtet worden.
2.7.4 Steroid-responsive Meningitis-Arteritis
Eine Steroid-responsive Meningitis wurde bei Beaglen, Berner Sennenhunden, Boxern, Deutsch-Drahthaar und gelegentlich bei anderen Rassen beobachtet. Sie ist
weltweit verbreitet und stellt eine der wichtigsten entzündlichen ZNS-Erkrankungen
bei Hunden dar (TIPOLD 1995). Die Steroid-responsive Meningitis wird auch als
nekrotisierende Vaskulitis oder als juveniles Polyarteritis-Syndrom bezeichnet (KELLY und GRUNSELL 1973). In der Regel sind Hunde im Alter zwischen 8 und 18 Monaten betroffen (CIZINAUSKAS, JAYGGY und TIPOLD 2000). Histologisch zeigt
sich eine fibrinoide Gefäßwandnekrose in Meninx, kranialem Mediastinum und Herz
(SNYDER et al. 1995). Es kann zur partiellen oder vollständigen Obstruktion von Ge30
2 LITERATURÜBERSICHT
fäßen mit nachfolgender Ischämie kommen. Weiterhin findet sich eine hochgradige,
überwiegend lymphozytäre Infiltration der Meningen, an der neutrophile Granulozyten und Makrophagen beteiligt sein können (HOFF und VANDEVELDE 1981b).
Bislang konnte kein auslösendes Agens nachgewiesen werden. Aufgrund des histopathologischen Bildes wird eine immunvermittelte Vaskulitis vermutet (TIPOLD et
al. 1999).
2.7.5 Feline nicht-eitrige Meningoenzephalomyelitis
(„Staggering Disease“)
Die als „Staggering Disease“ bekannte nicht-eitrige Meningoenzephalomyelitis mit
Betonung der grauen Substanz des Großhirns wird bei Katzen verschiedener Rassen
zwischen einem und 12 Jahren beobachtet (LUNDGREN 1992). Klinisch wird sehr
häufig von einem schwankenden Gang (staggering gait) berichtet (NOWOTNY und
WEISSENBÖCK 1995). Histologisch finden sich ausgeprägte perivaskuläre, lymphohistiozytäre Infiltrate häufig in Großhirnrinde, Hirnstamm und Rückenmark sowie
neuronale Degeneration, Neuronophagie und Gliose. Das Kleinhirn ist meist weniger
stark betroffen, wobei eine lymphohistiozytäre Meningitis im Bereich des Kleinhirns
oft am stärksten ausgeprägt ist (NOWOTNY und WEISSENBÖCK 1995). Einzelne
Autoren beschreiben den serologischen und vereinzelt auch immunhistochemischen
Nachweis einer Borna Disease Virus-Infektion (NOWOTNY und WEISSENBÖCK
1995; LUNDGREN et al. 1995a). Untersuchungen auf Infektionen mit dem Tollwutvirus, dem porzinen Herpesvirus-1, FSME-Virus, Staupe-Virus, Enzephalomyokarditisvirus, FeLV, FIV, FIP-Virus, Borrelien und Toxoplasma gondii verliefen negativ (NOWOTNY und WEISSENBÖCK 1995; STRÖM, ANDREN und LUNDGREN 1992). Die
eindeutige Ätiologie dieses Krankheitsbildes bleibt bislang unklar. In der Literatur
wird nicht immer eindeutig zwischen der felinen nicht-eitrigen Meningoenzephalomyelitis und der nachfolgend besprochenen felinen Polioenzephalomyelitis unterschieden (BRAUND 2001).
31
2 LITERATURÜBERSICHT
2.7.6 Feline Polioenzephalomyelitis
Die feline Polioenzephalomyelitis stellt eine progredient verlaufende neurologische
Erkrankung dar, die bei Katzen beiden Geschlechts in einem Alter von 4 Monaten bis
zu etwa sieben Jahren weltweit beobachtet wird (VANDEVELDE und BRAUND
1979). Die histopathologischen Veränderungen sind durch eine Polioenzephalomyelitis mit gering- bis mittelgradigen perivaskulären, nicht-eitrigen Infiltraten, eine fokale bis multifokale lymphohistiozytäre Meningitis sowie hochgradige neuronale
Nekrosen und Gliose vor allem in Medulla oblongata und Rückenmark gekennzeichnet (HOFF und VANDEVELDE 1981a; VANDEVELDE und BRAUND 1979).
Histologisch scheint eine virale Genese des Krankheitsbildes möglich. Diskutiert
wird beispielsweise eine Infektion mit dem felinen Panleukopenievirus, wobei die
zweifelsfreie Ätiologie der felinen Polioenzephalomyelitis allerdings immer noch
unklar ist und sie in der Literatur nicht immer von der felinen nicht-eitrigen Meningoenzephalomyelitis abgegrenzt wird (BRAUND 2001; FATZER 1975).
2.7.7 Nicht-eitrige Meningoenzephalitis bei Greyhounds
Eine nicht-eitrige Meningoenzephalitis bei jungen Greyhounds in Irland wird in einer jüngeren Studie beschrieben (CALLANAN et al. 2002). Es werden 14 Hunde beiden Geschlechts aus drei verschiedenen Zuchten Südirlands untersucht, die neurologische Symptome aufwiesen. Vorherrschend war bei den akuten Fällen eine diffuse
und noduläre Gliose in der grauen Substanz des Großhirns, begleitet von perivaskulären lymphozytären und plasmazellulären Infiltraten. Betroffen war auch die Meninx. Weiterhin fand sich eine ausgeprägte Ansammlung von Gemistozyten und eine
Schwellung der Endothelzellen. In Mittelhirn, Pons und Medulla oblongata konnten
ähnliche Veränderungen beobachtet werden. Im Kleinhirn fand sich lediglich eine
Gliose. Das Rückenmark war bei zwei der untersuchten Tiere ebenfalls betroffen. Bei
den chronisch erkrankten Tieren traten ähnliche Veränderungen auf, die im Durchschnitt aber schwächer ausgeprägt waren. Serologische, immunhistochemische und
molekularbiologische Untersuchungen auf Antikörper gegen bzw. Antigen oder
RNA/DNA von CDV, Louping Ill Virus, FSME Virus, PHV-1, CHV-1, Tollwut Virus,
BDV, Toxoplasma gondii, Neospora caninum, Borrelien und Ehrlichien verliefen mit ne-
32
2 LITERATURÜBERSICHT
gativem Ergebnis. Die Ursache konnte somit nicht geklärt werden. Aufgrund dessen
wird bislang eine hereditäre Ursache vermutet.
2.7.8 Paraneoplastisches Syndrom
Paraneoplastische Syndrome sind indirekte, nicht-metastatische, funktionelle und
strukturelle Störungen, die im Zusammenhang mit malignen Tumoren durch die von
diesem produzierten biologischen Substanzen induziert werden (BRAUND et al.
1987; SCARAVILLI et al. 1999). Sie treten bei etwa 10% der Menschen mit malignen
Tumoren auf (POSNER 1991). Bei Tieren sind paraneoplastische Syndrome bislang
wenig untersucht (WAGNER 2002; BRAUND et al. 1987).
Beim Menschen kommen als paraneoplastische Syndrome neben Endokrinopathien,
z.B. dem Cushing-Syndrom, Hyperkalzämie, ausgelöst unter anderem durch das so
genannte Parathormon-verwandte-Protein, und Dermatopathien auch neuromyopathische Erkrankungen vor (GIOMETTO, TARALOTO und GRAUS 1999). Dabei
können histopathologische Veränderungen in den entsprechenden Organen ausbleiben (SCARAVILLI et al. 1999). Beim Menschen kann es im Zusammenhang mit
Mamma- und Ovarialkarzinomen, Lungenkarzinomen oder malignen Lymphomen
zur paraneoplastischen Degeneration des Kleinhirns kommen (SCARAVILLI et al.
1999; POSNER 1991). Die Veränderungen können dabei von entzündlichen Läsionen
begeleitet sein, die entweder im gesamten ZNS verteilt sind oder auf das Kleinhirn
beschränkt bleiben (SCARAVILLI et al. 1999). Im ZNS des Menschen ist weiterhin
die paraneoplastische Enzephalomyelitis beschrieben (SCARAVILLI et al. 1999), die
histopathologisch den Veränderungen bei viral induzierten Enzephalitiden gleicht
(RUSSEL 1961). Überwiegend werden dabei Polioenzephalomyelitiden mit Neuronenverlusten, reaktiver Gliose sowie lymphozytären perivaskulären und parenchymatösen Infiltraten beobachtet (SCARAVILLI et al. 1999). Paraneoplastische Polioenzephalomyelitiden können im Zusammenhang mit allen malignen Neoplasien auftreten (SCARAVILLI et al. 1999). Am weitaus häufigsten werden sie im Zusammenhang mit Bronchialkarzinomen beobachtet, sind aber auch mit Karzinomen in Ovarien und Mamma assoziiert (HENSON und URICH 1982).
33
2 LITERATURÜBERSICHT
Ein paraneoplastisches Syndrom kann mehrere Monate vor dem eigentlichen Tumor
diagnostiziert werden (GIOMETTO, TARALOTO und GRAUS 1999). Im Zusammenhang mit paraneoplastischen Syndromen kann es zur Produktion verschiedener
anti-neuraler nukleärer Autoantikörper kommen. Deren Rolle in der Pathogenese der
Erkrankung ist bisher nicht geklärt, sie werden aber bereits zur Diagnostik paraneoplastischer Syndrome herangezogen (GIOMETTO, TARALOTO und GRAUS 1999).
So werden beispielsweise bei paraneoplastischen Enzephalomyelitiden des Menschen im Zusammenhang mit kleinzelligen Bronchialkarzinomen häufig anti-HuAntikörper nachgewiesen (GIOMETTO, TARALOTO und GRAUS 1999).
Bei Tieren ist bislang nicht von paraneoplastischen Syndromen mit ZNSManifestation berichtet worden (BRAUND et al. 1987). Hingegen sind im peripheren
Nervensystem klinische Erkrankungen wie Myasthenia gravis im Zusammenhang
mit Thymomen und Polyneuropathien im Zusammenhang mit Insulinomen bei
Hunden beschrieben (BRAUND 1990). Die histopathologischen Veränderungen sind
durch Demyelinisierung, Remyelinisierung und axonale Degeneration ohne Anzeichen einer Entzündung gekennzeichnet (BRAUND et al. 1987).
Eine klinische Studie an 120 Hunden mit extraneuralen Tumoren lässt den Rückschluss auf eine geringe klinische Relevanz von paraneoplastischen Polyneuropathien bei Hunden zu (WAGNER 2002). Lediglich bei einem Tier konnten immunhistochemisch anti-neurale nukleäre Antikörper im Serum nachgewiesen werden.
34
3
Material und Methoden
3.1 Untersuchungsmaterial
Es wurden insgesamt 90 Tiere mit nicht-eitriger Meningoenzephalitis (56 Hunde und
34 Katzen) aus dem Sektionsgut des Institutes für Pathologie der Tierärztlichen
Hochschule Hannover aus den Jahren 1998 bis 2003 retrospektiv untersucht, deren
Ätiologie im Rahmen der Routinediagnostik unklar geblieben war.
Von insgesamt 1212 Hunden und 742 Katzen, die in den Jahren 1998 bis 2002 im Institut für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover untersucht worden
sind, wiesen 52 Hunde und 33 Katzen ätiologisch ungeklärte nicht-eitrige Meningoenzephalitiden auf (s. Abschnitt 4.1). Diese 52 Hunde und 34 Katzen sowie weitere
4 Hunden und eine Katze mit ungeklärten nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden aus
dem Jahr 2003 wurden auf mögliche Infektionserreger im ZNS hin untersucht.
Zur Untersuchung stand Formalin-fixiertes, Paraffin-eingebettetes Gewebe zur Verfügung.
3.2 Präparation der Gewebe für Histopathologie und Immunhistochemie
Die Einbettung der Gewebe erfolgte nach mindestens 24-stündiger Fixierung in
10%igem Formalin (Fa. CVH)) mit Hilfe eines Gewebeeinbettungsautomaten (Hypercenter II, Fa. Shandon) in Paraplast Plus® (Fa. Shandon). Die Archivierung der
Gewebeblöcke erfolgte bei Zimmertemperatur in Dunkelheit. Von diesen Gewebeblöcken wurden 2-4 µm dicke Gewebeschnitte angefertigt, die für die histopathologischen Untersuchungen auf Chromalaun-Gelatine beschichtet Objektträger (Fa. Engelbrecht) und für immunhistochemische Untersuchungen auf Superfrost Plus Objektträger (Fa. Menzel-Gläser) aufgezogen wurden. Dabei befand sich im Warmwasser-Streckbad im ersten Fall ein Eiweiß-Glyzerin-Zusatz (Fa. Chroma). Anschließend
wurden die Schnitte 1 Stunde bei 57°C im Wärmeschrank getrocknet. Die Gewebeschnitte wurden horizontal und in Dunkelheit bei Zimmertemperatur gelagert.
35
3 MATERIAL UND METHODEN
3.3 Histochemische Färbungen
Alle Gewebeschnitte wurden mit Hämatoxylin-Eosin (HE) gefärbt. Gegebenenfalls
wurden weitere Spezialfärbungen durchgeführt. Nachfolgend sind alle verwendeten
histologischen Färbungen, nach der Häufigkeit ihres Einsatzes geordnet aufgeführt.
Die Färbungen wurden alle nach Romeis (1994) durchgeführt.
Hämatoxylin-Eosin-Färbungen wurden von allen 91 Fällen angefertigt.
Zur Sichtbarmachung von Demyelinisierungen wurden fragliche Präparate LuxolFast-Blue (LFB) gefärbt. Neuronale Chromatolysen und Nekrosen wurde durch Färbung der Nissl-Substanz mit einer Kresyl-Echt-Violett-Färbung (KEV) nachgewiesen.
Zur Darstellung und Differenzierung von Zelleinschlüssen, Kohlenhydratresten und
Speichermaterial wurden die entsprechenden Präparate mit der Periodic-Acid-SchiffMethode (PAS) gefärbt. Zur Untersuchung auf Protozoen- und Rickettsienverdächtige Strukturen wurde eine Giemsa-Färbung durchgeführt. Zur Abklärung
des Vorliegens von Pilzhyphen wurde eine Grocott-Färbung angewendet. In Verdachtsfällen wurde die Ziehl-Neelsen-Färbung (ZN) zum Nachweis säurefester Stäbchen durchgeführt. Zur Abgrenzung saurer Mukopolysacharide wurde eine AlcianBlau-Färbung angewendet. Zur Darstellung von Amyloid wurde eine KongorotFärbung eingesetzt.
3.4 Histologische Beurteilungskriterien
Histologisch wurde regelmäßig kaudales Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn, Hirnstamm und Kleinhirn untersucht. Rückenmark war nur in einem kleinen Teil der Fälle vorhanden.
3.4.1 Entzündungstypen
Das histopathologische Auswahlkriterium waren nicht-eitrige Infiltrate in Meninx
und/oder ZNS, die perivaskulär, parenchymatös oder periventrikulär gelegen waren. Des Weiteren wurden Fälle mit neuronalen Nekrosen ohne entzündliche Infiltrate in die Untersuchung einbezogen.
36
3 MATERIAL UND METHODEN
Der Entzündungstyp wird als lymphohistiozytär bzw. lymphoplasmahistiozytär bezeichnet, wenn entzündliche Infiltrate überwiegend aus Lymphozyten und Makrophagen
bzw. mit Beteiligung von Plasmazellen bestanden. Fanden sich hauptsächlich
Makrophagen in den Infiltraten, wird im Folgenden von granulomatösen Entzündungen gesprochen. Als pyogranulomatös werden Infiltrate bezeichnet, in denen
Makrophagen und neutrophile Granulozyten überwogen. Bestanden Infiltrate aus
Makrophagen, Lymphozyten, Plasmazellen und neutrophilen Granulozyten, wird
von einem gemischtzelligen Entzündungstyp gesprochen.
3.4.2 Grade der entzündlichen Veränderungen
Der Grad der Entzündung wurde semiquantitativ für perivaskuläre Infiltrate wie folgt
bewertet (Auswertung bei 10er Okular und 10er Objektiv):
•
(+) (vereinzelt): < eine perivaskulär gelegene Entzündungszelle/Gesichtsfeld
•
+ (geringgradig): eine bis zu 15 perivaskulär gelegene Entzündungszellen/Gesichtsfeld, ein- bis zweilagig
•
++
(mittelgradig):
16
bis
30
perivaskulär
gelegene
Entzündungszel-
len/Gesichtsfeld, zwei- bis dreilagig
•
+++ (hochgradig): mehr als 30 perivaskulär gelegene Entzündungszellen/Gesichtsfeld, drei- bis mehrlagig
Infiltrate in der Meninx wurden nach vollständiger Auswertung des Gewebeschnittes
wie folgt bewertet:
•
+ (geringgradig): singuläre bis zu mehrere kleine Entzündungsherde
•
++ (mittelgradig): einzelne mittelgradige bzw. multifokal geringgradige Herde
•
+++ (hochgradig): multifokal mittelgradige bis zu konfluierende Herde
Weiterhin wurden nach vollständiger Auswertung des Gewebeschnittes folgende
Formen von Enzephalitiden und Meningitiden unterschieden:
•
fokal: Infiltrate beschränkten sich auf eine ZNS-Lokalisation
•
multifokal: Infiltrate fanden sich in mehreren ZNS-Lokalisationen
37
3 MATERIAL UND METHODEN
•
generalisiert: Infiltrate fanden sich in allen ZNS-Lokalisationen
Neuronale Nekrosen wurden nach vollständiger Auswertung der betroffenen Region
folgendermaßen bewertet:
•
+ (geringgradig): < 20% der Neuronen der betroffenen Region nekrotisch
•
++ (mittelgradig): 20-70% der Neuronen der betroffenen Region nekrotisch
•
+++ (hochgradig): >70% der Neuronen der betroffenen Region nekrotisch
3.4.3 Verteilungsmuster der entzündlichen Infiltrate
Befanden sich die entzündliche Infiltrate überwiegend in der grauen Substanz von
Großhirn und/oder Rückenmark werden die Veränderungen als Polioenzephalitiden
bzw. -myelitiden bezeichnet. Von Leukoenzephalitiden bzw. -myelitiden wird in Fällen
mit entzündlichen Infiltraten überwiegend in der weißen Substanz von Großhirn
und/oder Rückenmark gesprochen. Waren sowohl die graue als auch die weiße Substanz von Großhirn und/oder Rückenmark betroffen, werden die Veränderungen als
Panenzephalitiden bzw. -myelitiden bezeichnet. Fanden sich die entzündlichen Veränderungen entweder ausschließlich in Mittelhirn, Ammonshorn, Kleinhirn oder Medulla oblongata oder traten dort zusätzlich zu Infiltraten in Großhirn und/oder Rückenmark auf, wird im Folgenden die Diagnose Enzephalitis bzw. Myelitis gestellt.
3.5 Immunhistochemie
Immunhistochemisch wurden 90 Fälle nicht-eitriger Meningoenzephalitis auf das
Vorhandensein von Antigen der in Tab. 3.1 aufgeführten Erreger untersucht. Regelmäßig wurde kaudales Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn sowie Kleinhirn und
Hirnstamm untersucht. Zusätzlich einbezogen wurden die am stärksten veränderte
Gehirnlokalisation und eine nur wenig veränderte oder unveränderte Lokalisation.
Bei allen Katzen wurde, wenn vorhanden, lymphoretikuläres Gewebe bzw. Milz der
Tiere zusätzlich auf das Vorkommen von Antigen des Felinen Leukämie Virus untersucht.
38
3 MATERIAL UND METHODEN
Tab. 3.1: Untersuchte Erreger bei Hunden und Katzen
HUND
KATZE
Kanines und felines Herpesvirus (CHV, FHV)
+
+
Porzines Herpes Virus 1 (PHV-1)
+
+
Kanines Adenovirus 1 (CAV-1)
+
–
Kanines und felines Parvovirus
+
+
Frühsommer Meningoenzephalitis-Virus (FSME)
+
+
West Nile-Virus (WNV)
+
+
Felines Infektiöses Peritonitis Virus
+
+
Kanines Parainfluenzavirus (CPIV)
+
+
Kanines Staupevirus (CDV)
+
+
Tollwutvirus
+
+
Borna Disease-Virus (BDV)
+
+
Enzephalomyokarditisvirus (EMCV)
+
+
Felines Leukämie-Virus (FeLV)
–
+
Prion ProteinSC
+
+
Listeria monocytogenes
+
+
Chlamydia spp.
+
+
Mycoplasma spp.
+
+
Escherichia coli (E.coli)
+
+
Gesamtzahl
18
18
ANTIGEN
3.5.1 Seren, Antikörper und Chromogen
3.5.1.1 Primäre Antikörper
Alle primären Antikörper wurden, soweit nichts anderes angegeben ist, in PBS verdünnt, dem 1% bovines Serumalbumin (BSA) zugesetzt war.
39
3 MATERIAL UND METHODEN
Antikörper gegen das feline und kanine Herpesvirus
Es wurde ein gegen den Glykoproteinkomplex 143/108 gerichteter, monoklonaler
Maus-anti-4A1-Antikörper verwendet, der freundlicherweise von Prof. Haas, Institut
für Virologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover, zur Verfügung gestellt wurde. Der Antikörper ist gegen das feline Herpesvirus gerichtet, wurde aber aufgrund
ausreichender Kreuzreaktivität mit kaninem Herpesvirus, Glykoproteinkomplex
145/112 (XUAN et 1992; LEBICH 1994) auch zu dessen Nachweis eingesetzt. Das Antiserum wurde bei –20°C aufbewahrt.
Antikörper gegen das porzine Herpesvirus-1
Verwendet wurde ein polyklonaler Maus-anti-PHV-1-Antikörper, der freundlicherweise von Dr. Eskens, Veterinär-Untersuchungsamt Mittelhessen zur Verfügung gestellt wurde (ESKENS et al. 1991). Die Lagerung erfolgte bei –20°C in einer Vorverdünnung von 1:100.
Antikörper gegen das kanine Adenovirus-1
Es wurde ein kommerziell erhältlicher, gegen das gesamte kanine Adenovirus-1,
Stamm „Mirandola“, gerichteter, monoklonaler Maus-anti-CAV-1-Antikörper (Fa.
Chemicon) angewendet, der bei -20°C gelagert wurde. Der Antikörper wurde für die
Anwendung in der Immunhistochemie etabliert.
Antikörper gegen das kanine Parvovirus-1
Verwendet wurde ein kommerziell erhältlicher monoklonaler Maus-anti-CPV1-2A1Antikörper (Fa. Custom Monoclonals International), der bei +4°C gelagert wurde.
Aufgrund seiner Kreuzreaktivität wurde der Antikörper auch zur Detektion von felinem Parvovirus benutzt (KIPAR et al. 2000).
Antikörper gegen das Frühsommer Meningoenzephalitis-Virus
Zur Verwendung kam ein freundlicherweise von Prof. H. Holzmann, Institut für Virologie, Universität Wien, zur Verfügung gestelltes polyklonales Kaninchen-antiFSME-Immunserum (K-D-3.BA; Stamm „Hochosterwitz“, Titer 1:2560), das bei -20°C
gelagert wurde (WEISSENBÖCK, SUCHY und HOLZMANN 1998).
40
3 MATERIAL UND METHODEN
Antikörper gegen das West Nile-Virus
Zur Verwendung kam ein kommerziell erhältlicher monoklonaler, gegen das MajorEnvelope-Protein-E (anti-MEP-E) gerichteter anti-WNV-Antiserum, sowie ein monoklonaler, gegen das Nicht-Struktur-Protein-1 gerichteter Antikörper (anti-NSP-1;
beide Fa. Chemicon; HALL 2000), die bei +4°C gelagert wurden. Die Antikörper
wurden für den Einsatz in der Immunhistochemie etabliert.
Antikörper gegen das feline infektiöse Peritonitisvirus
Es wurde ein kommerziell erhältlicher, polyklonaler, FITC-markierter Katze-antiFIP-Typ1,2-Antikörper eingesetzt (Fa. Biologo), der mit kaninem Coronavirus kreuzreagiert (Fa. Biologo). Er wurde bei +4°C gelagert.
Antikörper gegen das kanine Parainfluenzavirus
Zur Verwendung kam ein monoklonaler, gegen das Nukleoprotein C gerichteter
Maus-anti-SV5-NP-C-Antikörper, der freundlicherweise von Dr. Randall, Department of Biochemistry and Microbiology, University of St. Andrews, 5 KY16 9AL, UK,
zur Verfügung gestellt wurde (DURCHFELD, BAUMGÄRTNER und KRAKOWKA
1991). Der Antikörper wurde bei –20°C in einer Vorverdünnung von 1:100 gelagert.
Antikörper gegen das kanine Staupevirus
Zur Verwendung kam ein gegen das N-Nukleoprotein gerichteter, monoklonaler
Maus-anti-10H3-Antikörper, der freundlicherweise von Prof. Haas, Institut für Virologie, Tierärztliche Hochschule Hannover, zur Verfügung gestellt wurde (HARDER
et al. 1991). Der Antikörper wurde bei +4°C gelagert. Des Weiteren wurde ein polyklonaler Kaninchen-anti-CDV-Antikörper (Kaninchen #25), der gegen das Nukleoprotein gerichtet ist, verwendet (BAUMGÄRTNER, ÖRVELL und REINACHER
1989). Dieser wurde freundlicherweise von Dr. Örvell, Huddinge Hospital, Huddinge, Schweden, zur Verfügung gestellt und wurde bei -20°C gelagert.
Antikörper gegen das Tollwutvirus
Es wurde ein kommerziell erhältliches, FITC-gekoppeltes, polyklonales Ziege-antiTollwutvirus-Antiserum angewendet (Fa. Sifin).
41
3 MATERIAL UND METHODEN
Antikörper gegen das Borna Disease Virus
Es wurde ein gegen das 38/39 kD Nukleoprotein gerichteter monoklonaler Antikörper (anti-Bo18), sowie ein polyklonales, monospezifisches Serum gegen das
Phosphoprotein des BDV (anti-p24-Antiserumserum) eingesetzt, das freundlicherweise von PD Dr. Richt, National Animal Disease Centre, Ames, Iowa, USA, zur Verfügung gestellt wurde (HERDEN et al. 1996; HAAS, BECHT und ROTT 1986). Die
Antiseren wurden bei –20°C aufbewahrt.
Antikörper gegen das Enzephalomyokarditisvirus
Es wurde ein monoklonaler Maus-anti-EMCV-Antikörper (mab 4F3) eingesetzt, der
gegen das Kapsid-Protein gerichtet ist und freundlicherweise von Prof. Dr. Nikos
Papaiannaou, Institut für Veterinärpathologie der Aristoteles Universität Thessaloniki, Griechenland, zur Verfügung gestellt wurde (VLEMMAS et al. 1998). Prof. Dr.
Nikos Papaiannaou führte freundlicherweise immunhistochemische Untersuchungen mit zwei weiteren monoklonalen Maus-anti-EMCV-Antikörpern (mab 3E5, mab
4E4) an fraglichen Präparaten durch (VLEMMAS et al. 1998). Die Lagerung erfolgte
bei –20°C.
Antikörper gegen das feline Leukämievirus
Verwendet wurde ein kommerziell erhältlicher, gegen das Glykoprotein gp70 gerichteter, monoklonaler Maus-anti-FeLV-Antikörper (Fa. Custom Monoclonals International), das bei +4°C gelagert wurde (ELDER et al. 1987).
Antikörper gegen das Prion ProteinSC
Es wurde ein monoklonaler Maus-anti-Prion-ProteinSc-Antikörper (mab L42) verwendet, der gegen ein Epitop der ersten α-Helix des bovinen Prion Proteins gerichtet
ist und von Prof. Groschup, Bundesforschungsanstalt für Viruskrankheiten der Tiere,
Insel Riems, freundlicherweise zur Verfügung gestellt wurde (HARDT, BARON und
GROSCHUP 2000). Der Antikörper wurde bei +4°C gelagert wurde
42
3 MATERIAL UND METHODEN
Antikörper gegen Listeria monocytogenes
Verwendet wurde ein kommerziell erhältlicher polyklonaler Kaninchen-anti-Listeria
monocytogenes-1,4-Antikörper (Fa. Voigt Global Distribution), der bei +4°C gelagert
wurde. Der Antikörper wurde für den Einsatz in der Immunhistochemie etabliert.
Antikörper gegen Chlamydien-Spezies
Der verwendete, kommerziell erhältliche monoklonale Maus-anti-ChlamydienSpezies -Antikörper, der gegen das Oberflächenprotein 1 von Elementar- und Retikularkörperchen gerichtet ist (BAURIEDEL 1999; Chlamydia-Antigen-Vet-IFT, Fa. Medac) wurde bei +4°C aufbewahrt.
Antikörper gegen Mykoplasmen-Spezies
Es wurde ein kommerziell erhältlicher monoklonaler anti-Mykoplasmen-SpeziesAntikörper aus Mäusehybridomazellen (Fa. Capricorn) eingesetzt, der gegen den gesamten Organismus Mycoplasma pneumonia gerichtet ist und bei -20°C portioniert gelagert wurde. Der Antikörper wurde für den Einsatz in der Immunhistochemie etabliert.
Antikörper gegen Escherichia coli
Es
wurde
ein
kommerziell
erhältliches
polyklonales
Kaninchen-anti-E.coli-
Antiserum verwendet, das gegen die Mehrzahl der Proteine in E. coli-Lysaten gerichtet ist (Fa. Dako) und bei +4°C gelagert wurde (KELLY et al. 1987).
3.5.1.2 Kontrollseren
Als Kontrolle für aus der Maus stammende monoklonale Antikörper diente Mäuseaszites (Balb/C Mäuseaszites, Fa. Biologo), der bei 4°C aufbewahrt wurde. Als
Kontrollserum für aus dem Kaninchen stammende polyklonale Antiseren diente das
Serum gesunder Kaninchen aus der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen
Hochschule Hannover, das nach mehrstündigem Stehen des Blutes durch Zentrifugation für 10 Minuten bei 370x g (Minifuge RF; Fa. Kendro Laboratory Products, ehemals Fa. Hereaus) gewonnen und bei –20°C portioniert gelagert wurde. Für den
aus der Katze stammenden anti-FIPV-Antikörper diente Serum von gesunden Kat-
43
3 MATERIAL UND METHODEN
zen aus der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover als
Kontrolle, das in gleicher Weise wie das Kaninchenserum gewonnen wurde.
3.5.1.3 Sekundäre Antikörper
Als sekundäres Antiserum für monoklonale Antiseren diente ein biotinilierter Ziegeanti-Maus-Antikörper (gam-b, IgG (H+L); Fa. Vector). Für polyklonale, aus dem Kaninchen stammende Antiseren wurde ein biotinilierter Ziege-anti-KaninchenAntiserum verwendet (gar-b, IgG (H+L); Fa. Vector). War der Primärantikörper
FITC-gekoppelt, kam ein biotinilierter Ziege-anti-FITC-Antikörper zum Einsatz (gaFITC-b, Fa. Vector).
3.5.1.4 Blocking-Seren
Zum Blockieren unspezifischer Bindungsstellen im Gewebe wurde regelmäßig Ziegen-Normalserum (ZS) eingesetzt. Zusätzlich wurde bei einzelnen Primärantikörpern dem Verdünnungspuffer Schweine-Normalserum (SNS) zugesetzt (s. Tab. 3.2).
Beide Seren wurden von in der Klink für kleine Klauentiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover eingestellten gesunden Tieren gewonnen. Nach mehrstündigem
Stehen des Blutes wurden sie durch Zentrifugation für 10 Minuten bei 370x g (Minifuge RF; Fa. Kendro Laboratory Products, ehemals Fa. Hereaus) gewonnen. Die Lagerung erfolgte portioniert bei –20°C.
3.5.1.5 Avidin-Biotin-Peroxidase-Komplex (ABC)
Es wurde ein kommerziell erhältliches “Vectastain Elite ABC Kit” verwendet (Fa.
Vector), der bei +4°C gelagert wurde.
3.5.1.6 Chromogen
Als Chromogen diente 3,3`-Diaminobenzidin-Tetrahydrochlorid (DAB) (Fa. Fluka).
3.5.1.7 Kontrollen
Bei allen Untersuchungen wurde sowohl eine Positiv-Kontrolle aus nachgewiesen infiziertem Material als auch eine Negativ-Kontrolle, bestehend aus unverändertem
ZNS von Hund bzw. Katze, eingesetzt (s. Tab. 3.2). Das Kontrollgewebe entstammte
44
3 MATERIAL UND METHODEN
überwiegend dem Sektionsgut des Institutes für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover (s. Tab. 3.2).
Das EMCV-positive Gewebe (experimentell infiziertes Gewebe vom Schwein, Myokard) wurde freundlicherweise von Dr. Nikos Papaiannaou, Institut für Veterinärpathologie der Aristoteles Universität Thessaloniki zur Verfügung gestellt. West-NileVirus-positives Gewebe einer Krähe wurde freundlicherweise von Dr. Arno
Wünschmann, Department of Diagnostic Veterinary Medicine, University of Minnesota, USA, für diese Studie überlassen. Frau Prof. Holzmann, Institut für Virologie,
Universität Wien, stellte freundlicherweise Gehirngewebe einer experimentell mit
dem FSME-Virus infizierten Maus zur Verfügung. Prion-ProteinSc-positives Kontrollmaterial wurde freundlicherweise von Prof. Ganter, Klinik für kleine Klauentiere, Tierärztliche Hochschule Hannover überlassen. Prof. Valentin-Weigand, Institut
für Mikrobiologie, Tierärztliche Hochschule Hannover, stellte freundlicherweise ein
Escherichiae coli-Pellet zur Verfügung, das als entsprechendes Kontrollmaterial diente.
3.5.2 Durchführung der immunhistochemischen Untersuchung (ABCMethode)
Der Nachweis aller Antigene erfolgte nach der von HSU, RAINE und FANGER
(1981) beschriebenen und von WÜNSCHMANN et al. (1997) modifizierten AvidinBiotin-Peroxidase-Komplex (ABC)-Methode:
1. Paraffinschnitte auf Superfrost® plus Objektträger aufziehen und anschließend im Wärmeschrank bei 57°C mindestens 30 Min. trocknen lassen;
2. Entparaffinierung der Schnitte zweimal 5 Min. in Rotihistol®, je 3 Min. in Isopropanol und 96%igem Ethanol;
3. Hemmung der endogenen Peroxidase mittels 197 ml 85%igem Ethanol + 3 ml
frisch zugesetztem 30%igem H2O2 für 30 Min. unter Rühren;
4. Spülen der Schnitte, dreimal für 5 Min. in PBS;
5. je nach verwendetem Primärantikörper Demaskierung der Antigene (s. Abschnitt 3.5.2.1 und Tab. 3.2);
45
3 MATERIAL UND METHODEN
6. im Falle einer Demaskierung nochmaliges Spülen der Schnitte, dreimal für 5
Min. in PBS;
7. Verbringen der Schnitte in Coverplates (Fa. Shandon sequenza); zum Blockieren unspezifischer Bindungsstellen der Gewebeschnitte Überschichten mit je
100µl 1: 5 in PBS verdünntem Ziegen-Normalserum; Inkubation für 30 Min.
bei Zimmertemperatur;
8. Überschichten mit je 100µl Primärantikörper bzw. Kontrollserum verdünnt in PBS
(mit 1% bovinem Serumalbumin, BSA; s. Tab. 3.2); Inkubation über Nacht bei
4°C;
9. Schnitte auf Zimmertemperatur erwärmen (mind. 30 Min.), dann dreimal für 5
Minuten Spülen in PBS;
10. Überschichten mit je 100µl Sekundärantikörper (s. Tab. 3.2) 1: 200 verdünnt in
PBS; Inkubation für 30 Min. bei Zimmertemperatur;
11. Spülen der Schnitte, dreimal für 5 Min. in PBS;
12. Überschichten mit je 100µl ABC-Komplex, der mindestens 30 Minuten vor
Gebrauch wie folgt angesetzt wird: 1 ml PBS vorlegen, Zugabe von 20µl Reagenz A, vortexen, Zugabe von 20µl Reagenz B, vortexen; Inkubation der
Schnitte mit ABC-Komplex für 30 Min. bei Zimmertemperatur;
13. Spülen der Schnitte, dreimal für 5 Min. in PBS; anschließend Objektträger umschichten in eine mit PBS gefüllte Glasküvette;
14. Auftauen des DAB (3,3`-Diaminobenzidin-Tetrahydrochlorid) „stock solution
aliquot“ (100 mg DAB in 50 ml PBS auflösen, bei –20°C einfrieren) in Dunkelheit, mit 150 ml PBS verdünnen und durch zwei unsterile Faltfilter (Fa. Sartorius) laufen lassen; dann 3 ml 3%iges H2O2 zur DAB-Lösung hinzugeben und
Schnitte unter Rühren für 10 Min. bei Zimmertemperatur inkubieren;
15. Spülen der Schnitte, zweimal für 5 Min. in PBS; anschließend Schnitte für 5
Min. in fließendes, kaltes Leitungswasser verbringen;
16. Gegenfärbung der Schnitte mit Hämalaun nach Meyer (Romeis 1994) für 15 Sekunden;
46
3 MATERIAL UND METHODEN
17. Bläuen der Schnitte in fließendem, kaltem Leitungswasser für 10 Minuten;
18. Dehydrieren der Gewebeschnitte in aufsteigender Alkoholreihe wie folgt: für je
1 Min. in 50, 70, 96%iges Ethanol, zweimal für 5 Min. in Rotihistol®;
19. Eindecken der Schnitte mit Histokit®;
Bei Verwendung folgender Antikörper wurde abweichend vom Standardprotokoll
wie folgt verfahren:
Antikörper gegen das Borna Disease-Virus (anti-p24-Antikörper)
ad 8.: der anti-p24-Antikörper zum Nachweis von BDV wurde an Rattengehirn adsorbiert (s. 9.2.1.4; HERDEN et al. 1996)
Antikörper gegen Prion ProteinSc
ad 3. und 5.: Hemmung der endogenen Peroxidase und nachfolgendes Spülen nach
der Demaskierung (HARDT, BARON und GROSCHUP 2000);
ad 7.: kein Blockieren unspezifischer Bindungsstellen mit Ziegen-Normalserum an
dieser Stelle (HARDT, BARON und GROSCHUP 2000);
3.5.2.1 Demaskierungsverfahren
Ameisensäure
Zum Nachweis von Prion ProteinSc wurden die Schnitte für 5 Minuten in 100%-iger
Ameisensäure (Fa. Merck) inkubiert. Danach wurden sie 3 Minuten unter fließendem
Leitungswasser gespült (HARDT, BARON und GROSCHUP 2000). Zum Angleichen
des pH-Wertes wurden die Schnitte für 5 Minuten in PK-Puffer, pH 8,3 (s. 9.2.1) überführt.
Mikrowellenbehandlung
Die Schnitte wurden in ein Mikrowellen-taugliches Gefäß mit kaltem Citratpuffer,
pH 6,0 (s. 9.2.1) verbracht und bei 800 Watt zum Kochen gebracht. Nach 20 Minuten
Kochen kühlten die Schnitte für 10 Minuten bei Raumtemperatur im Gefäß ab (KAHVECI et al. 2003).
47
3 MATERIAL UND METHODEN
Pepsin
0,8 g Pepsin (Fa.Dako) wurden in 200 ml vorgewärmtem PBS (37°C) aufgelöst und
mit 0,1M NaOH auf pH 7,4 eingestellt. In dieser Lösung wurden die Schnitte für 30
Minuten bei 37°C inkubiert (BAHN 1988).
Pronase E
0,1 g Pronase E (Fa. Merck) und 0,2 g CaCl2 x 2H2O2 (Fa. Merck) wurden in 200 ml
vorgewärmtem PBS (37°C) aufgelöst und mit 0,1M NaOH auf pH 7,4 eingestellt. In
dieser Lösung wurden die Schnitte für 20 Minuten bei 37°C inkubiert (BAHN 1988).
Proteinase K
10 mg Proteinase K (Fa. Merck) wurden in 1 ml Aqua dest. gelöst und als Stammlösung bei –20°C eingefroren. 80µl dieser Stammlösung wurden mit 200 ml PK-Puffer
(s. 9.2.1) verdünnt und auf 37°C vorgewärmt. In dieser Lösung wurden die Schnitte
für 20 Minuten bei 37°C inkubiert (HARDT, BARON und GROSCHUP 2000).
Trypsin
0,5 g Trypsin (Fa. Fluka) und 0,04 g CaCl2 x 2H2O2 (Fa. Merck, bei Zimmertemperatur gelagert) wurden in 200 ml vorgewärmtem PBS (37°C) aufgelöst und auf pH 7,6
eingestellt. In dieser Lösung wurden die Schnitte für 30 Minuten bei 37°C inkubiert
(NIETFELD et al. 1989).
Target Unmasking Fluid (TUF)
Das kommerziell erhältliche Target Unmasking Fluid (Kreatech Diagnostics, Amsterdam) wurde in einer Verdünnung von 1:4 mit Aqua dest. eingesetzt. Die verdünnte Lösung wurde auf 95°C vorgewärmt und die Schnitte anschließend für 15 Min. bei
95°C inkubiert. Anschließend kühlten die Schnitte in der Küvette bei Zimmertemperatur für 15 Minuten ab (KOVACEVIC et al. 1997).
48
3 MATERIAL UND METHODEN
Tab. 3.2: Verdünnung der Primärantikörper, verwendete Demaskierungsverfahren,
Sekundärantikörper und verwendetes Positiv-Gewebe
VERDÜNNUNG IN
POSITIV-GEWEBE
PBS (1% BSA)
(S. AUCH 9.1)
1:200
Lunge, Katze
keine
gam-b
anti-PHV-1
1:10.000
ZNS, Hund
keine
gar-b
anti-CAV-1
1:1600
Leber, Hund
keine
gam-b
anti-Parvovirus
1:500
Darm, Hund
keine
gam-b
anti-FSME
1:3000
ZNS, Maus
Pronase E
gar-b
anti-WNV
1:300
Niere und ZNS,
Pronase E
gam-b
Pronase E
gam-b
PRIMÄRANTIKÖRPER
anti- FHV
DEMASKIERUNG
SEKUNDÄRANTIKÖRPER
(anti-4A1)
(anti-2A1)
(anti-MEP-E)
anti-WNV
Krähe
1:400
(anti-NSP-1)
Niere und ZNS,
Krähe
anti-FIP-FITC
1:20
Lunge, Katze
TUF
ga-FITC-b
anti-CPIV
1:50.000
ZNS, Frettchen
keine
gam-b
1:100
ZNS, Hund
Trypsin
gam-b
anti-CDV
1: 2000 in PBS mit
ZNS, Hund
keine
gar-b in PBS
(Kaninchen #25)
20% SNS (ohne
mit 20%
BSA)
SNS
(anti-SV5-NP-C)
anti-CDV
(anti-10H3)
anti-Tollwutvirus
1:3000
ZNS, Pferd
Trypsin
gar-b
anti-BDV
1:500
ZNS, Maus
Pronase E
gam-b
(anti-Bo18)
bei Katzengehirnen
anti-BDV
1:8000 in PBS mit
(anti-p24)
20% SNS (ohne
ZNS, Maus
keine
gam-b
BSA), Rattengehirnadsorbiert
49
3 MATERIAL UND METHODEN
PRIMÄRANTIKÖRPER
VERDÜNNUNG IN
POSITIV-GEWEBE
PBS (1% BSA)
(S. AUCH 9.1)
1:40
Herz, Schwein
Mikrowelle
gam-b
1:200
Leber, Katze
TUF
gam-b
anti-Prion ProteinSc
1:400 in PBS mit
ZNS, Schaf
Ameisensäure,
gam-b in
(mab L42)
10% ZS (ohne BSA)
Proteinase K, Mi-
PBS mit 10%
krowelle
ZS
anti-EMCV
DEMASKIERUNG
SEKUNDÄRANTIKÖRPER
(mab 4F3)
anti- FeLV
(anti-gp 70)
anti-Listeria monocy-
1:2000
ZNS, Schaf
Pepsin
gar-b
anti-Chlamydia spp.
1:10
Nebenhoden, Ratte
keine
ga-FITC-b
anti-Mycoplasma
1:500 in PBS mit
Trachea, Rind
keine
gam-b
spp.
30% SNS (ohne
Pellet
keine
gar-b
togenes
BSA)
anti-E. coli
1:1600
FIP-FITC: FITC-gekoppelter Antikörper gegen das feline Infektiöse Peritonitsvirus; CDV: kanines Staupevirus;
PHV-1: porzines Herpesvirus-1; BDV: Borna Disease-Virus; FSME: Frühsommer-Meningoenzephalitis; WNV:
West Nile-Virus; FHV: felines Herpesvirus; FeLV: felines Leukämie-Virus; EMCV: Enzephalomyokarditisvirus;
CPIV: kanines Parainfluenzavirus; CAV-1: kanines Adenovirus-1; E.coli: Escherichia coli; PBS: Phosphat-gepufferte
Kochsalzlösung; BSA: bovines Serumalbumin; ZS: Ziegen-Normal-Serum; SNS: Schweine-Normal-Serum; ZNS:
zentrales Nervensystem; TUF: Target Unmasking Fluid®; gam-b: biotinilierter Ziege-anti-Maus-Antikörper; garb: biotinilierter Ziege-anti-Kaninchen-Antikörper; ga-FITC-b: biotinilierter Ziege-anti-FITC-Antikörper
3.5.3 Auswertung
Als positiv bewertet wurden braune DAB-Präzipitate, die sich in der gleichen Ebene
wie der Gewebeschnitt befanden und in den Kontrollschnitten nicht vorhanden waren. Je nach verwendetem Primärantikörper und dessen spezifischem Reaktionsmuster konnten bestimmte weitere DAB-Präzipitate als unspezifisch eingeordnet werden. Beschreibungen dieser Reaktionen finden sich unter den jeweiligen Erkrankungen in Abschnitt 4.4.2.
50
3 MATERIAL UND METHODEN
3.6 In-situ-Hybridisierung
In-situ-Hybridisierung (ISH) wurde zur Verifizierung positiver bzw. fraglich positiver immunhistochemischer Resultate eingesetzt. Zum Einsatz kamen dabei der
Nachweis Borna Disease-Virus-spezifischer mRNA, der Nachweis kaniner Staupevirus-mRNA und Parvovirus-DNA.
3.6.1 Sonden, Chromogen und Kontrollmaterial
3.6.1.1 Sonden
CPV-DNA
Zum Nachweis von Parvovirus-DNA wurde eine 315bp lange DIG-DNA-senseSonde verwendet, die gegen das VP-1-Gen gerichtet ist und freundlicherweise von
Frau PD Dr. A. Kipar (Institut für Pathologie, faculty of veterinary science, Universität Liverpool) zur Verfügung gestellt wurde.
CDV-mRNA
Kanines Staupevirus wurde mit einer 287bp langen DIG-RNA-antisense-Sonde nachgewiesen, die sowohl gegen die Nukleoprotein-mRNA als auch gegen positivorientierte, antigenomische ssRNA gerichtet ist und freundlicherweise von Frau Dr.
Gaedke, Veterinär-Untersuchungsamt Mittelhessen und Frau Gröters, Institut für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover, zur Verfügung gestellt wurde
(GAEDKE, ZURBRIGGEN und BAUMGÄRTNER 1997).
BDV-mRNA
Zum Nachweis des Borna Disease-Virus wurde eine 367bp lange DIG-RNAantisense-Sonde eingesetzt, die gegen die Nukleoprotein-mRNA gerichtet ist. Diese
wurde freundlicherweise von Frau Dr. Herden, Institut für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover, zur Verfügung gestellt (HERDEN et al. 1999b).
3.6.1.2 Chromogen
Als Chromogen wurde Nitroblau-Tetrazoliumchlorid (NTB) eingesetzt.
51
3 MATERIAL UND METHODEN
Es wurden eine NBT-Stammlösung aus 1 g NBT (Nitrobluetetrazolium; Fa. Sigma)
und 13 ml 70%igem Dimethylformamid (30 ml aqua bidest. + 70 ml Dimethylformamid, (Fa. Sigma)), sowie eine 5-Brom-4-Chlor-3-Indolyl-Phosphat (X-Phosphat,
BCIP)-Stammlösung aus 500 mg X-Phosphat (Fa. Sigma) und 10 ml 100%igem Dimethylformamid hergestellt. Beide Lösungen wurden nicht autoklaviert und während der in-situ-Hybridisierung wie folgt weiterverarbeitet: 225µl NBT + 175µl BCIP
+ 12 mg Levamisol (Fa. Sigma) und mit Puffer 3 (s. Abschnitt 9.2.2) auf 50 ml auffüllen.
3.6.1.3 Kontrollmaterial
Als positives und negatives Kontrollmaterial wurde zum Nachweis von Borna Disease-Virus-mRNA und Parvovirus-DNA das gleiche Gewebe wie für die immunhistochemischen Untersuchungen eingesetzt (s. Abschnitt 3.5.1.7). Zum Nachweis
von Staupevirus-Infektionen wurden Staupevirus-infizierte DH82-Zellen als Positivkontrolle verwendet. Es handelt sich hierbei um eine mit dem OnderstepoortStaupevirusstamm infizierte Makrophagenzelllinie (Gröne et al. 1999 und 2002). Von
jedem Gewebe bzw. Zellpellet wurde als Negativkontrolle zusätzlich ein Kontrollschnitt mit HB-Mix ohne Sondenzusatz inkubiert.
3.6.2 Durchführung der in-situ-Hybridisierung
Die Durchführung aller in-situ-Hybridisierungen erfolgte nach der von GRABER et
al. (1993) beschriebenen Methode, modifiziert nach GAEDKE, ZURBRIGGEN und
BAUMGÄRTNER (1997). Alle Lösungen und Puffer wurden vor Gebrauch autoklaviert, die Glaswaren mit Heißluft sterilisiert. Während der Durchführung wurden
Einmal-Handschuhe getragen. Wasser, das für Inkubationsschritte vor der Hybridisierung eingesetzt wurde, war mit 0,1%igem Diethylpyrocarbonat (DEPC, Fa. Fluka)
v/v behandelt. Die Inkubation erfolgte bei Raumtemperatur in Standküvetten mit bis
zu 16 Schnitten. Waren von der Raumtemperatur abweichende Temperaturen nötig,
wurden die entsprechenden Lösungen im Wasserbad vorgewärmt und die Inkubation auch im selben durchgeführt. Die Herstellung aller verwendeten Puffer und Lösungen ist in Abschnitt 9.2.2 beschrieben.
52
3 MATERIAL UND METHODEN
3.6.2.1 RNA-in-situ-Hybridisierung
1. Paraffinschnitte auf Superfrost® plus Objektträger aufziehen und im Wärmeschrank bei 57°C mindestens 30 Min. trocknen lassen;
2. Entparaffinierung der Schnitte, dreimal für 5 Min. in Rotihistol® und je 5 Min.
in Isopropanol, 96%iges und 70%iges Ethanol, anschließend Schnitte für 5
Min. und dann 1 Min. in Aqua bidest./DEPC (ab Aqua bidest. in Standküvette) verbringen;
3. Spülen der Schnitte, einmal für 5 Min. in PBS;
4. Zum Aufschluss der Zellmembranen Inkubation für 20 Min. in 0,2M HCL;
5. Spülen der Schnitte, zweimal für 30 Min. mit 2-mal SSC + 5 mM EDTA-Na2 bei
50°C;
6. Proteolyse mit 1µg/ml Proteinase K für 15 Min. bei 37°C (1 ml 1 M Tris, pH 8,0
+ 1 ml 0,1 M CaCl2 + 0,6µl Proteinase K ad 60 ml A. bidest./DEPC);
7. Abstoppen der Proteolyse durch Inkubation in 0,2%igem Glycin-PBS für 5 Min.;
8. Nachfixierung der Schnitte in 4%igem Paraformaldehyd für 4 Min.;
9. Spülen der Schnitte, zweimal für 1 Min. in 1xPBS;
10. Spülen der Schnitte für 15 Min. mit 1xPBS + 5 mM MgCl2 (frisch herstellen);
11. Azetylierung in 0,25%igem Azetanhydrid in 0,1M Trietanolamin, pH 7,5, für 10
Min. (frisch herstellen);
12. Spülen der Schnitte, zweimal für 1 Min. und anschließend für 15 Min. in PBS;
13. Prähybridisierung für mindestens 60 Min. bei 52°C in Prähybridisierungspuffer
(PHB-Mix, unter Verwendung einer eingefrorenen Stammlösung frisch herstellen);
14. Hybridisierung für 16 Stunden bei 52°C im Wärmeschrank und feuchter Kammer; die Schnitte einzeln waagrecht ablegen und, je nach Größe, mit 20-30µl
Hybridisierungspuffer (HB-Mix, unter Verwendung einer eingefrorenen
Stammlösung frisch herstellen) mit bzw. ohne den Zusatz der spezifischen
Sonde (s. Abschnitt 3.6.1.1) überschichten; mit Gel-bond® -film (Fa. FMCR bio
53
3 MATERIAL UND METHODEN
products) abdecken und mit „rubber cement“ (Rexel Signa AG, Schweiz) gut
abdichten;
15. Posthybridisierungswaschung (nach Abheben des Gel-bond®-films und des
„rubber cements“ mit einer Pinzette) zweimal für 15 Min. bei 42°C mit
6xSSC+45%iges Formamid (frisch herstellen);
16. Spülen der Schnitte, zweimal für 5 Min. mit 2x SSC;
17. Inkubation mit Ribonuklease-Lösung für 30 Min. bei 37°C;
18. Spülen der Schnitte, zweimal für 5 Min. mit 2x SSC;
19. Spülen der Schnitte, zweimal für 15 Min. mit 0,2xSSC bei 50°C;
20. Spülen der Schnitte, für eine Min. mit Puffer 1;
21. Inkubation für 30 Min. mit Blocking-Lösung (Puffer 2, frisch herstellen);
22. Inkubation der Schnitte für 2 Stunden mit Anti-DIG-Antikörper (Fa. Boehringer-Mannheim; Alkalische Phosphatase-konjugiert) 1:200 verdünnt in Antikörperpuffer (s. Anhang; frisch herstellen);
23. Spülen der Schnitte, zweimal für 15 Min. mit Puffer 1;
24. Spülen der Schnitte, zweimal für 5 Min. mit Puffer 3;
25. Inkubation der Schnitte mit der Färbelösung (s. Abschnitt 3.6.1.2) für ca. 12,5
Stunden (CDV-mRNA) bzw. ca. 5,5 Stunden (BDV-mRNA) im Dunkeln (Färbelösung frisch herstellen aus Stammlösung);
26. Abstoppen der enzymatischen Reaktion in Puffer 4, zweimal für 10 Min.;
27. Spülen der Schnitte für 10 Min. in fließendem Leitungswasser;
28. Eindecken mit auf 50°C vorgewärmtem Glycergel® (Fa. Dako);
3.6.2.2 DNA-in-situ-Hybridisierung
Abweichend vom Protokoll der RNA-in-situ-Hybridisierung wurde zum Nachweis
von Parvovirus-DNA folgendermaßen verfahren:
ad 14.: Schnitte vor dem Verbringen in den Wärmeschrank für 10 Min. waagrecht auf
eine Heizplatte mit 96-98°C legen;
54
3 MATERIAL UND METHODEN
ad 25.: Inkubation in Färbelösung für ca. 18 Stunden;
3.6.2.3 Auswertung
Als positiv gewertet wurden NBT-Präzipitate, die sich in derselben Ebene wie der
Schnitt befanden und in den nur mit HB-Mix inkubierten negativen Kontrollen nicht
vorhanden waren.
3.7 Reverse Transkriptase Polymerase Kettenreaktion (RT-PCR)
Die Reverse Transkriptase Polymerase Kettenreaktion (RT-PCR) wurde zur Überprüfung fraglicher immunhistochemischer Reaktionen beim Nachweis von West NileVirus-spezifischem Antigen im Gehirn und Niere der entsprechenden Hunde und
Katzen eingesetzt.
3.7.1 Primer und Kontrollmaterial
Als positives und negatives Kontrollmaterial wurde das gleiche Gewebe wie für die
immunhistochemischen Untersuchungen eingesetzt (s. Abschnitt 3.5.1.7). Als Systemkontrolle wurde bei den zu untersuchenden Hunden und Katzen GAPDH (Glyzeraldehyd-3-Phosphat-Dehydrogenase) amplifiziert.
Die für die Amplifikation der RNA in der RT-PCR verwendeten Primer sind in Tab.
3.3 aufgeführt und wurden bei der MWG Biotech AG, Ebersberg in Auftrag gegeben.
55
3 MATERIAL UND METHODEN
Tab. 3.3: Namen, interne Bezeichnung, Sequenz, Amplikonlänge sowie GenBank®-Nr. des und
Position der verwendeten Primer
PRIMER
REFERENZ
BEZ.
SEQUENZ (5’-3’ RICHTUNG)
AMPLIKON
GENBANK®-NR.
-LÄNGE
DER KONTROLL-
GENE MIT POSITION DER PRIMER
WNV s
Lanciotti
P276
et al.
TCA GCG ATC TCT CCA CCA
70bp
AAG
AF 196835,
1160-1180
(2000)
WNV as
Lanciotti
P277
et al.
GGG TCA GCA CGT TTG TCA
70bp
TTG
AF 196835,
1209-1229
(2000)
GAPDH s
Hameier
P42
(2004)
GAPDH
Hameier
as
(2004)
GTC ATC AAC GGG AAG TCC
84bp
ATC TC
P43
AAC ATA CTC AGC ACC AGC
AB 038240,
196-218
84bp
ATC AC
AB 038240,
257-279
as: “antisense“-Primer, Bez.: interne Bezeichnung, bp: Basenpaare, GAPDH: Glyzeraldehyd-3-PhosphatDehydrogenase, s: “sense“-Primer, WNV: West Nile-Virus;
3.7.2 Durchführung der RNA-Isolierung und RT-PCR
Da lediglich Paraffin-eingebettetes Gewebe zur Verfügung stand wurde zunächst die
RNA-Isolierung nach der von HAMEIER (2004) beschriebenen Methode durchgeführt. Alle Lösungen und Puffer wurden vor Gebrauch autoklaviert, die Glaswaren
mit Heißluft sterilisiert. Während der Durchführung wurden Einmal-Handschuhe
getragen. Soweit keine anders lautenden Angaben gemacht werden, wurden alle Arbeitschritte bei Raumtemperatur unter einer Reinraumbank durchgeführt.
Die Arbeitsschritte der PCR wurden, soweit nicht anderes beschrieben ist, auf einem
Eisblock durchgeführt.
Die Herstellung aller verwendeten Puffer und Lösungen ist in Abschnitt 9.2.3 beschrieben.
56
3 MATERIAL UND METHODEN
3.7.2.1 RNA-Isolierung aus Formalin-fixiertem, Paraffin-eingebettetem Gewebe
und Umschreiben in cDNA
Pro Paraffinblock wurden 10 Schnitte à 10 µm für die RNA-Isolierung verwendet.
Die Blöcke wurden mit einer frischen Klinge und Handschuhen geschnitten, wobei
die einzelnen Schnitte mit einem Zahnstocher in ein vorher beschriftetes Eppendorfgefäß verbracht wurden. Um die Kontamination eines Blockes mit RNA des Vorgängerblockes zu vermeiden, wurde das zu untersuchende Material immer alternierend
mit unverändertem Material vom Rind verarbeitet.
1.
Entparaffinieren der Schnitte durch Zugabe von 800–1000 µl Rotihistol®, 10
Min schwenken, zentrifugieren bei 12.000x g für 5 Min, Rotihistol® abpipettieren, Zugabe von 800–1000 µl Rotihistol®, 10 Min drehen, zentrifugieren bei
12.000x g für 5 Min, Rotihistol® abpipettieren;
2.
Rehydrieren des Materials durch Zugabe von 800–1000 µl 99,9%igem Ethanol,
10 Min drehen, zentrifugieren bei 12.000x g für 5 Min, Ethanol abpipettieren,
Zugabe von 800–1000 µl 99,9%igem Ethanol, 10 Min drehen, zentrifugieren
bei 12.000x g für 5 Min., Ethanol abpipettieren, Zugabe von 800–1000 µl
90%igem Ethanol, 10 Min drehen, zentrifugieren bei 12.000x g für 5 Min., Ethanol abpipettieren, Zugabe von 800–1000 µl 70%igem Ethanol, 10 Min. drehen, zentrifugieren bei 12.000x g für 5 Min., Ethanol abpipettieren;
3.
Trocknen der Schnitte für 20 Min bei 55 °C im Trockenschrank;
4.
Verdau des Materials durch Zugabe von 550 µl Verdaupuffer, dann Zugabe
von 1 µl Carrier RNA (50 ng/µl poly-A RNA; Bestandteil des RNeasy Micro
Kit, Fa. Qiagen), 16 Std. (über Nacht) bei 60 °C unter leichtem Schütteln inkubieren;
5.
RNA-Extraktion durch Zugabe von 0,5 ml eines auf Raumtemperatur vorgewärmten 25:24:1-Gemisches von Phenol, Chlorophorm und Isoamylalkohol,
bei 4°C für 20 Min. mit 12.000x g zentrifugieren; währenddessen 0,2 ml Chlorophorm in neue Eppendorfgefäße vorlegen, nach Zentrifugieren 450 µl der
oberen Wasserphase abnehmen und in Chlorophorm überführen, mischen,
bei 4°C für 15 Min mit 12.000x g zentrifugieren; währenddessen 45 µl Natri-
57
3 MATERIAL UND METHODEN
umazetat (3M pH 5,2) und 2 µl Glykogen (10 mg/ml stock, Roche) in neue
Eppendorfgefäße vorlegen, mischen und in Eisblock stellen, nach Zentrifugieren 400 µl der oberen Wasserphase abnehmen und in Glykogen/Natriumazetatmischung überführen, mischen und in Eisblock stellen; Zugabe von 1125 µl eiskaltem Ethanol, mischen, mehrmals invertieren (evtl. entsteht schon ein Präzipitat);
6.
Präzipitation bei –20°C für 16 Stunden;
7.
Pelletreinigung durch Zentrifugieren für 15 Min mit 12.000x g, Ethanol abgießen, ca. 1 ml 75%iges Ethanol hinzufügen, vorsichtig vortexen, 10 Min stehen
lassen, dann für 5 Min. bei 12.000x g zentrifugieren und Ethanol abgießen;
8.
Trocknen des Pellets für 10 Min. über Kopf;
9.
DNAse Behandlung und Aufreinigen der RNA: Es wurden das RNeasy Mini
Kit und das RNase free DNase Kit (Fa. Qiagen) gemäß den Angaben des Herstellers verwendet:
10. 350 µl Puffer RLT + 250 µl Ethanol (99,9%) + 3,5 µl ß-Mercaptoethanol mischen, Probenvolumen mit DEPC-Wasser auf 100 µl einstellen, Puffergemisch
zum Probenvolumen hinzugeben; 700 µl Gesamtmenge auf RNeasy Mini Säule geben, die Säule in 2 ml Collection tube geben, 15 Sekunden mit 12.000x g
zentrifugieren, Collection tube und Durchfluss verwerfen
11. Säule in neues 2 ml-Eppendorfgefäß geben; 350 µl Puffer RW 1 zugeben, 15
Sekunden mit 12.000x g zentrifugieren, Durchfluss verwerfen
12. 10 µl DNAse-I-Stammlösung zu 70 µl Puffer RDD geben, durch vorsichtiges
Schwenken und Kippen mischen, 15 Minuten bei Raumtemperatur inkubieren; 350 µl Puffer RW 1 auf Säule pipettieren, dann 15 Sekunden mit 12.000x g
zentrifugieren, Durchfluss und Tube verwerfen
13. Säule auf 2 ml-collection-Tube setzen, 500 µl Puffer RPE zugeben, 15 Sekunden mit 12.000x g zentrifugieren, Durchfluss verwerfen
14. 500 µl Puffer RPE auf die Säule geben, 2 Minuten mit 12.000x g zentrifugieren, Durchfluss und Tube verwerfen
58
3 MATERIAL UND METHODEN
15. Säule in neues 2 ml-Eppendorfgefäß geben, 1 Minute mit 12.000x g zentrifugieren, RNeasy-Säule auf 1,5 ml-Collection-Tube geben
16. 30 µl RNase-freies Wasser auf die Membran geben, dann 1 Minute mit
12.000x g zentrifugieren, um das Eluat zu gewinnen; 5 µl für Konzentrationsbestimmung entnehmen, den Rest sofort in flüssigem Stickstoff einfrieren
und bei -80°C lagern;
17. Messung der RNA-Konzentration mittels Photometer (Fa. Pharmacia Biotech);
18. Umschreiben der RNA in cDNA (Protokoll für 1 Portion) mittels Omniscript
(Fa. Qiagen) im Thermocycler (Fa. MJ Research): Probe mit DEPC-Wasser so
einstellen, das 1000 ng in 12 µl Probenansatz enthalten sind; 12 µl Probenansatz zu 7 µl Mastermix (s. 9.2.3) geben; Cyclerprogramm: 25°C für 10 Min,
37°C für 1 Std., 93°C für 5 Min, 4°C forever
19. Lagerung der cDNA bei –20°C oder direkt im Anschluss Verwendung in der
PCR;
3.7.2.2 Polymerase Kettenreaktion
Die Amplifizierung der WNV-spezifischen cDNA und der GAPDH-spezifischen
DNA fand unter Verwendung des GeneAmp® RNA PCR Core Kits (Perkin Elmer,
Applied Biosystems GmbH) im Thermocycler PTC-0200 (Fa. MJ Research) statt.
59
3 MATERIAL UND METHODEN
Tab. 3.4: Herstellung des PCR-Premix
REAGENZIEN
MENGE/
ENDKONZENTRATION
EPPENDORFGEFÄß
MgCl2 (25 mM)
5 µl
2,5 mM
10xPCR-Puffer
5 µl
1xPCR-Puffer
dATPs* (25mM)
1 µl
0,2 mM
dCTPs* (25mM)
1 µl
0,2 mM
dGTPs* (25 mM)
1 µl
0,2 mM
dTTPs* (25 mM)
1 µl
0,2 mM
Jeweiliger Sense-Primer (15µM)
1 µl
0,15 pmol/µl
Jeweiliger Antisense-Primer (15µM)
1 µl
0,15 pmol/µl
DEPC-Wasser
32,75 µl
–
Ampli-TaqPolymerase (5 U/µl)
0,25 µl
0,025 U/µl
Gesamt
49 µl
–
*dATP: Desoxyadenintriphosphat; dCTP: Desoxycytosintriphosphat; dGTP: Desoxyguanintriphosphat; dTTP:
Desoxythymidintriphosphat, DEPC: Diethylpyrokarbonat
Zu 49µl PCR-Premix wurde 1µl cDNA als Template gegeben. Es wurden folgende
Reaktionszeiten und -temperaturen im Thermocycler PTC-0200 (Fa. MJ Research)
gewählt:
1. Initiale Denaturierung für 4 Minuten im ersten Zyklus, für 50 Sekunden in jedem weiteren Zyklus bei 94 °C;
2. Primeranlagerung („annaeling“) für 40 Sekunden bei 56 °C;
3. Kettenverlängerung („extension“) für 30 Sekunden bei 72 °C;
4. Diese Abfolge wurde in 39 Zyklen wiederholt. Die Reaktion wurde abschließend bei 4 °C gestoppt. PCR-Produkte wurden bei -70 °C eingefroren.
3.7.2.3 Gelelektrophorese
Die in der PCR gewonnenen Amplifikate wurden in einem 4%igen Agarose-Gel mit
0,25 µg/ml Ethidiumbromid (Boehringer-Mannheim) nach ihrer Größe elektrophore-
60
3 MATERIAL UND METHODEN
tisch aufgetrennt. In den DNA-Doppelsträngen interkaliertes Ethidiumbromid wurde anschließend unter UV-Licht sichtbar gemacht.
Dazu wurden 10 µl des PCR-Produktes mit 3 µl Laufpuffer (Advanced Biotechnologies) vermischt und in die Taschen des Agarose-Gels gegeben. Ein interner Längenstandard wurde in der ersten und letzten Tasche eines Gels mitgeführt, der eine
Größendifferenzierung in 20bp und 100bp großen Schritten ermöglichte (Advanced
Biotechnologies). Die elektrophoretische Auftrennung erfolgte bei 6V/cm und einer
maximalen Stromstärke von 500 mV (Fa. Biozym, Mikrocomputer Electrophoresis
Power Supply) für 35 Minuten. Auf einem UV-Transilluminator (Fa. Biometra) wurden die DNA-Banden sichtbar gemacht und digital fotografiert (Software Fa. Biometra). Die Fotos wurden im institutseigenen Computer gespeichert und ausgedruckt.
3.7.2.4 Sequenzanalyse und Homologievergleich
Die spezifischen, in der PCR erhaltenen Amplifikate wurden an die Firma Seq Lab in
Göttingen, zur Sequenzierung geschickt. Die Ergebnisse der Sequenzierungen wurden mit Hilfe der GenBank® mit bekannten Sequenzen verschiedener WNV-Stämme
bzw. GAPDH-Sequenzen verglichen und die Homologie ermittelt.
61
4 Ergebnisse
4.1 Untersuchungsmaterial
In der vorliegenden Studie wurden nicht-eitrige Meningoenzephalomyelitiden unklarer Ursache von Hunden und Katzen hinsichtlich ihrer Ätiologie untersucht. Dazu
wurden alle im Zeitraum der Jahre 1998-2002 im Institut für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover sezierten Hunde und Katzen retrospektiv auf das Vorhandensein von ZNS-Veränderungen überprüft. Von insgesamt 1212 Hunden und
742 Katzen wiesen 274 Hunde (22,6%) und 146 Katzen (19,7%) eine histopathologische Veränderung des ZNS auf. Die ZNS-Veränderungen wurden, angelehnt an
SUMMERS, CUMMINGS und DE LAHUNTA (1995), in folgende Gruppen unterteilt:
reaktive Veränderungen, Degenerationen, Tumoren, Verletzungen, Missbildungen
sowie septikämische Veränderungen. Die weitere Einteilung in Untergruppen kann
Tab. 4.1 entnommen werden. Die nicht-eitrigen Meningoenzephalomyelitiden bilden
die Gruppe „reaktive Veränderungen mit nicht-eitrigen Infiltraten“. Weitere 4 Hunde und eine Katze mit ätiologisch nicht geklärter nicht-eitriger Meningoenzephalomyelitis aus dem Jahr 2003 wurden ebenfalls in die Studie aufgenommen. Da im Folgenden ein Überblick über die Häufigkeit des Auftretens bestimmter ZNS-Läsionen
innerhalb des Zeitraumes 1998-2002 gegeben werden soll, bleiben die 5 aus dem Jahr
2003 stammenden Tiere in der nachfolgenden Auflistung (Tab. 4.1) unberücksichtigt.
Da im überwiegenden Anteil der Fälle lediglich das Gehirn zur Untersuchung vorlag
wird nachfolgend von „Meningoenzephalitiden“ gesprochen; falls das Rückenmark
untersucht werden konnte, wird dies für den jeweiligen Fall dokumentiert.
Tab. 4.1: Vorkommen von ZNS-Veränderungen bei Hunden und Katzen im Zeitraum 1998-2002
(Institut für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover)*
VERÄNDERUNG
Reaktive Veränderungen (gesamt)
Reaktive Veränderung mit nicht-eitrigen Infiltraten**
HUND
KATZE
98/32,4%
87/55,0%
66
77
(nicht-eitrige Meningoenzephalitis)
63
4 ERGEBNISSE
VERÄNDERUNG
HUND
KATZE
15
4
17
6
75/24,8%
31/19,6%
31
7
21
15
10
4
8
3
5
2
Tumoren (gesamt)
69/22,8%
19/12,0%
Primärer Tumor
43
10
Sekundärer Tumor (systemisch/Metastasen)
26
9
32/10,6%
11/7,0%
25/8,3%
7/4,4%
21
5
3
2
Missbildung des Hirnstamms
0
0
Missbildung des Rückenmarkes
1
0
4/1,3%
3/1,9%
303
158
Reaktive Veränderung mit eitrigen Infiltraten
(inkl. metastatisch-eitrigen)
Reaktive Veränderung ohne entzündliche Infiltrate
(Satellitose, Gliose, Fibrose)
Degenerationen (gesamt)
Zirkulatorisch bedingte Degeneration
(inkl. Ischämie infolge von Anfallsleiden und Embolien)
Metabolisch bedingte Degeneration
(renal und hepatisch)
Vakuoläre Degeneration und Hypomyelinisierung
Hereditäre und idiopathische Degeneration
(z.B. hereditäre Ataxie)
Toxisch bedingte Degeneration
Verletzungen (inkl. Diskusprolaps und Trauma)
Missbildungen (gesamt)
Missbildung des Großhirns
(inkl. Hydrozephalus internus)
Missbildung des Kleinhirns
(inkl. Abiotrophie)
(inkl. Meningomyelocele)
Septikämie
gesamt (inkl. 29 Doppelnennungen bei Hunden, 12 bei Katzen)
* modifiziert nach SUMMERS, CUMMINGS und DE LAHUNTA 1995) ** 3 der Hunde und eine Katze dieser
Gruppe wiesen neuronale Nekrosen, aber keine nicht-eitrigen Infiltrate auf
64
4 ERGEBNISSE
4.1.1 ZNS-Veränderungen beim Hund (1998-2002)
Die erhobenen Daten werden nachfolgend prozentual auf die Gesamtzahl der ZNSVeränderungen aus dem Zeitraum 1998-2002 (s. Tab. 4.1) und nicht auf die Gesamtanzahl der im Zeitraum 1998-2002 sezierten Hunde bezogen (Abb. 4.1).
Die Gesamtzahl der reaktiven Veränderungen beträgt 32,4% (Abb. 4.1). Sie bilden
damit die größte Gruppe. Nicht-eitrige Meningoenzephalitiden stellten dabei 21,8%
der ZNS-Läsionen von Hunden dar. 5,6% der Fälle zeigen eine reaktive Veränderung
ohne entzündliche Infiltrate in Form von Gliose und/oder Satellitose, 5,0% eine reaktive Veränderung mit eitrigen Infiltraten. Degenerationen verschiedener Art (s. Tab.
4.1) stellen mit insgesamt 24,8% die zweitgrößte Gruppe dar (Abb. 4.1). Den drittgrößten Anteil von ZNS-Veränderungen machen mit 22,8% die primären und sekundären Tumoren aus (Abb. 4.1). Verletzungen des ZNS folgen mit einem Anteil
von 10,6%, Missbildungen mit 8,3%. Septikämische Veränderungen waren in 1,3%
der ZNS-Veränderungen von Hunden zu finden (Abb. 4.1).
8,3% 1,3%
21,8%
nicht-eitrige Meningoenzephalitiden
Gliosen/Satellitosen
10,6%
eitrige Meningoenzephalitiden
5,6%
Degenerationen
Tumoren
5,0%
22,8%
Verletzungen
Missbildungen
24,8%
Septikämien
Abb. 4.1: Prozentuale Verteilung der ZNS-Veränderungen bei Hunden aus den Jahren 1998-2002,
n=303
Die Untergruppe der nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden wurde in der vorliegenden Arbeit näher untersucht. Von 66 derartigen Fällen im Untersuchungszeitraum
1998-2002 konnten 14 im Rahmen der Routinediagnostik bezüglich ihrer Ursache geklärt werden (Abb. 4.2). Dies entspricht einem Prozentsatz von 21,1 der nicht-eitrigen
Meningoenzephalitiden. 52 der 66 Fälle von nicht-eitriger Meningoenzephalitis beim
65
4 ERGEBNISSE
Hund (78,8%) blieben ungeklärt und wurden in der vorliegenden Arbeit weiter hinsichtlich möglicher Ursachen untersucht.
4.1.2 Ätiologisch geklärte nicht-eitrige Meningoenzephalitiden beim Hund
(1998-2002)
Bei 14 von 66 Fällen nicht-eitriger Meningoenzephalitis gelang im Rahmen der Routinediagnostik der spezifische Erregernachweis im ZNS mittels Immunhistologie
bzw. der serologische Nachweis spezifischer Antikörper im Blut (Abb. 4.2). Die nachfolgenden prozentualen Angaben beziehen sich auf die Gesamtzahl (66) der nichteitrigen Meningoenzephalitiden beim Hund im Zeitraum 1998-2002.
In 7 Fällen wurde Staupevirus-Antigen im ZNS nachgewiesen (10,6%), in 2 Fällen
Neospora caninum-Antigen (3,0%), in einem Fall porzines Herpesvirus-1-Antigen
(1,5%), in einem Fall kanines Herpesvirus-Antigen (1,5%). In einem Fall (1,5%) wurden Leptospira canis-Antikörper in Zusammenhang mit Leptospirose-typischen histopathologischen Organveränderungen nachgewiesen. Histologisch fanden sich im
Gehirn eines Hundes Babesien (1,5%) und im ZNS eines weiteren Tieres Prototheken
(1,5%).
1,5%
1,5%
3,0%
1,5%
1,5%
1,5%
ungeklärte nicht-eitrige Meningoenzephalitiden
Staupevirus
10,6%
Neospora caninum
Porzines Herpesvirus-1
kanines Herpesvirus
Leptospiren
Leishmanien
78,8%
Babesien
Abb. 4.2: Ätiologie nicht-eitriger Meningoenzephalitiden bei Hunden (1998-2002), n=66
66
4 ERGEBNISSE
4.1.3 ZNS-Veränderungen bei der Katze (1998-2002)
Die erhobenen Daten werden nachfolgend prozentual auf die Gesamtzahl der ZNSVeränderungen aus dem Zeitraum 1998-2002 (s. Tab. 4.1) und nicht auf die Gesamtanzahl der im Zeitraum 1998-2002 sezierten Katzen bezogen (Abb. 4.3).
Die größte Gruppe stellten hier die reaktiven Veränderungen mit 55,0% der Gesamtzahl der ZNS-Veränderungen dar (Abb. 4.3), wobei 48,7% dieser Läsionen zu den
nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden zählten. 3,8% der ZNS-Läsionen der Katze
zeigten eine reaktive Veränderung ohne entzündliche Infiltrate in Form von Gliose
und Satellitose, 2,5% eine reaktive Veränderung mit eitrigen Infiltraten. Degenerationen machten bei den Katzen 19,6% der ZNS-Läsionen aus. Tumoren bedingten
12,0%, Verletzungen 7,0% und Missbildungen 4,4% der ZNS-Veränderungen bei
Katzen aus dem Zeitraum 1998-2002 (Abb. 4.3). Septikämische Veränderungen waren
in 1,9% der Fälle vorhanden (Abb. 4.3).
1,9%
4,4%
nicht-eitrige Meningoenzephalitiden
7,0%
Gliosen/Satellitosen
eitrige Meningoenzephalitiden
12,0%
48,7%
Degenerationen
Tumoren
Verletzungen
Missbildungen
19,6%
2,5%
Septikämien
3,8%
Abb. 4.3: Prozentuale Verteilung der ZNS-Veränderungen bei Katzen aus den Jahren 1998-2002,
n=158
Die Untergruppen der nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden wurden in der vorliegenden Arbeit näher untersucht. Von 77 derartigen Fällen im Untersuchungszeitraum 1998-2002 konnten 44 bezüglich ihrer Ursache innerhalb der Routinediagnostik
geklärt werden (Abb. 4.4). Dies entspricht einem Prozentsatz von 57,1 der nichteitrigen Meningoenzephalitiden. 33 der 77 Fälle von nicht-eitriger Meningoenzepha-
67
4 ERGEBNISSE
litis bei der Katze (42,9%) blieben ungeklärt und wurden in der vorliegenden Arbeit
weiter hinsichtlich möglicher Ursachen untersucht.
4.1.4 Ätiologisch geklärte nicht-eitrige Meningoenzephalitiden bei der
Katze (1998-2002)
44 von 77 Fällen nicht-eitriger Meningoenzephalitis bei der Katze wurden im Rahmen der Routinediagnostik ätiologisch geklärt (Abb. 4.4). Die nachfolgenden prozentualen Angaben beziehen sich auf die Gesamtzahl (77) der nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden.
Im ZNS wurde mittels Immunhistologie Antigen folgender Erreger nachgewiesen:
FIP-Virus in 37 Fällen (48,1%), Toxoplasma gondii in 4 Fällen (5,2%), FeLV in einem
Fall (1,3%), sowie Parvovirus in einem weiteren Fall (1,3%). Bei einer Katze (1,3%)
wurde histopathologisch eine Nematodenlarve als Ursache einer granulomatösen
Enzephalitis nachgewiesen.
1,3%
1,3%
1,3%
5,2%
42,9%
ungeklärte nicht-eitrige Meningoenzephalitiden
FIP
Toxoplasma gondii
FeLV
Parvovirus
Nematodenlarve
48,1%
Abb. 4.4: Ätiologie nicht-eitriger Meningoenzephalitiden bei Katzen (1998-2002), n=44
4.2 Hunde und Katzen mit ungeklärten nicht-eitrigen
Meningoenzephalitiden (1998-2003)
Im Folgenden werden die Daten der Hunde (n=56) und Katzen (n=34) mit ungeklärten nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden (1998-2003) aufgeführt. In dieser Gruppe
enthalten sind 3 Hunde und 1 Katze, die lediglich neuronale Nekrosen, jedoch keine
68
4 ERGEBNISSE
entzündlichen Infiltrate im ZNS aufwiesen (s. Abschnitt 4.2.3.1 bzw. 4.2.3.2). Rasse,
Alter, Geschlecht und klinische Veränderungen der einzelnen Tiere sind Tab. 9.1 im
Anhang zu entnehmen. Aufgrund des retrospektiven Charakters der Studie standen
lediglich anamnestische Angaben über klinische und eventuell durchgeführte neurologische bzw. serologische Untersuchungen zur Verfügung.
4.2.1 Geschlechts-, Rasse- und Altersverteilung sowie Klinik von Hunden
mit ungeklärter nicht-eitriger Meningoenzephalitis (1998-2003)
Von den insgesamt 56 untersuchten Hunden (52 Tiere aus dem Zeitraum 1998-2002,
4 Tiere aus dem Jahr 2003) waren 31 (55,4%) männlich, 24 (42,8%) weiblich und bei
einem Tier (1,8%) war das Geschlecht nicht bekannt.
20 der 30 Hunderassen im Untersuchungsgut waren nur einmal vertreten (je 1,8%
der 56 untersuchten Hunde) und sind Tab. 9.1 zu entnehmen. Mehrfach vertreten
sind Kretische Jagdhunde (5 Tiere aus einem Wurf; 8,9%), Mischlinge (5 Tiere; 8,9%),
West Highland White Terrier (4 Tiere; 7,1%), Yorkshire Terrier (4 Tiere; 7,1%), Golden Retriever (3 Tiere; 5,4%), Deutsche Schäferhunde (3 Tiere; 5,4%), Jack Russell
Terrier (2 Tiere; 3,6%), Berner Sennenhunde (2 Tiere; 3,6%) und Collies (2 Tiere;
3,6%). Zusammengefasst stellt die Gruppe der vertretenen Zwergrassen [Yorkshire
Terrier (4 Tiere), West Highland White Terrier (4 Tiere), Jack Russell Terrier (2 Tiere),
Chihuahua (1 Tier), ShiTzu (1 Tier), Rehpinscher (1 Tier), Malteser (1 Tier), Zwergpudel (1 Tier)] mit 15 der 56 Hunde (26,8%) die größte Gruppe dar (s. auch Abschnitt
4.2.4). Die Schäferhunde (deutsche (3 Tiere), kanadische (1 Tier), belgische (1 Tier))
stellen als Gruppe insgesamt 5 der 56 Hunde (8,9%). Bei 4 Hunden (7,1%) war die
Rasse nicht bekannt.
24 der 56 untersuchten Hunde (42,9%) waren jünger als 1 Jahr, 22 der 56 Tiere
(39,3%) waren zwischen 1 und 5 Jahren alt, 10 der 56 Tiere (17,9%) waren älter als 5
(Abb. 4.5).
37 der 56 Hunde (66,1%) zeigten vorberichtlich zentralnervöse Störungen, 11 der 56
(19,6%) hatten ausschließlich andere Symptome wie z.B. Durchfall oder Erbrechen, 1
Tier (Tier Nr. 30; 1,8%) ist ohne vorherige Symptome plötzlich verendet, 1 Hund
(Tier Nr. 44 ; 1,8%) verstarb in der Narkose einer Routine-Operation (s. auch Ab69
4 ERGEBNISSE
schnitt 4.2.4). Von 7 Tieren (12,5%) war die Klinik nicht bekannt (Tier Nr. 1, 2, 21, 37,
39, 43, 56).
17,9%
42,9%
< 1Jahr
1-5 Jahre
> 5 Jahre
39,3%
Abb. 4.5: Altersverteilung der Hunde mit unklarer nicht-eitriger Meningoenzephalitis (1998-2003),
n=56
4.2.2 Geschlechts-, Rasse- und Altersverteilung sowie Klinik von Katzen
mit ungeklärter nicht-eitriger Meningoenzephalitis (1998-2003)
Von den insgesamt 34 untersuchten Katzen (33 Tiere aus dem Zeitraum 1998-2002, 1
Tier aus dem Jahr 2003) waren 14 (41,2%) männlich, 17 (50,0%) weiblich, bei 3 Tieren
(8,8%) war das Geschlecht nicht bekannt.
Die Rasse „Europäisch Kurzhaar“ war mit 18 von 34 Tieren (52,9%) am häufigsten
vertreten. Bei 11 Tieren (32,5%) war die Rasse nicht bekannt. Die restlichen Rassen
traten vereinzelt auf: Perser (2 Tiere; 5,9%), Siam (1 Tier; 2,9%), Maine Coon (1 Tier;
2,9%) und Colour Point (1 Tier; 2,9%).
9 der 34 untersuchten Katzen (26,5%) waren jünger als 1 Jahr, 9 der 34 Tiere (26,5%)
waren zwischen 1 und 5 Jahren und 9 der 34 Tiere (26,5%) waren älter als 5 Jahre. Bei
7 der 34 Katzen (20,5) war das Alter nicht bekannt (Abb. 4.6).
18 der 34 Katzen (52,9%) wiesen vorberichtlich zentralnervöse Störungen auf, 13
(38,2%) zeigten ausschließlich andere Symptome, eins der 34 Tiere (2,9%) ist ohne
vorherige Symptome plötzlich verendet (s. auch Abschnitt 4.2.4). Von 3 Tieren (8,8%)
waren die klinischen Veränderungen nicht bekannt.
70
4 ERGEBNISSE
20,6%
26,5%
< 1Jahr
1-5 Jahre
> 5 Jahre
nicht bekannt
26,5%
26,5%
Abb. 4.6: Altersverteilung der Katzen mit unklarer nicht-eitriger Meningoenzephalitis (1998-2003),
n=34
4.2.3
Histopathologische Befunde der ungeklärten nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden von Hunden und Katzen (1998-2003)
Nachfolgend werden die Häufigkeit der aufgetretenen Entzündungstypen, die betroffenen Gehirnlokalisationen und die Verteilungsmuster der Veränderungen innerhalb des ZNS für die 56 bzw. 34 untersuchten Hunde und Katzen in Form einer
Übersicht beschrieben. Die prozentualen Angaben beziehen sich auf die Gesamtzahl
der untersuchten Tiere der jeweiligen Spezies (56 Hunde, 34 Katzen).
In Tab. 9.1 sind die histopathologischen Enddiagnosen der 56 bzw. 34 untersuchten
Hunde und Katzen aufgeführt. Die histopathologischen Einzelbefunde für jedes Tier
sind in Tab. 9.2 detailliert dargestellt. In Abschnitt 4.5 findet sich für Tiere mit positivem Erregernachweis im ZNS (s. 4.3) eine detaillierte Korrelation von Rasse, Klinik,
histopathologischen Veränderungen und dem Nachweis dieses Erregers.
Da nur in wenigen Fällen Rückenmark zur Untersuchung zur Verfügung stand
[Hunde n=7 (Tier Nr. 4, 13, 22, 28, 37, 42, 53), Katzen n=2 (Tier Nr. 75, 81); s. Tab. 9.3],
und nur bei 2 dieser Hunde (Tier Nr. 4, 53; s. Tab. 9.1 und Tab. 9.2) und bei keiner
der 2 Katzen entzündlich verändert war, wird nachfolgend von Polio-, Leuko- und
Panenzephalitis bzw. Enzephalitis gesprochen. Bei den Tieren Nr. 23, 60 und 76
wurden histopathologisch entzündliche Veränderungen auch im Rückenmark diagnostiziert, jedoch war kein Paraffin-Material des Rückenmarkes für die immunhistochemische Untersuchung vorhanden.
71
4 ERGEBNISSE
4.2.3.1 Histopathologische Befunde von Hunden mit ungeklärten nicht-eitrigen
Meningoenzephalitiden (1998-2003)
Bei 13 von 56 Hunden (23,2%) war ausschließlich die Leptomeninx (analog zu Abb.
4.10) entzündlich verändert (Abb. 4.7), wobei die Infiltrate in 12 von 14 Fällen multifokal bis diffus waren und die Entzündung in 2 von 14 Fällen lediglich fokal auftrat
(Tier Nr. 26, 30). Der Entzündungstyp der reinen Meningitiden war in 10 von 14 Fällen lymphohistiozytär bzw. lymphoplasmahistiozytär, in 2 Fällen gemischtzellig
(Tier Nr. 2, 15), in einem Fall granulomatös (Tier Nr. 27), in einem weiteren pyogranulomatös (Tier Nr. 46). Einer der 14 Fälle von Meningitis ohne assoziierte Enzephalitis ging mit vereinzelten neuronalen Nekrosen im Großhirn einher (Tier Nr. 26).
In 5 der 56 untersuchten Fälle (8,9%) fanden sich Polioenzephalitiden (Abb. 4.7). Einer
der Fälle von Polioenzephalitis wies zusätzlich eine Malazie und fokal mittelgradige
neuronale Nekrosen in anderen ZNS-Lokalisationen auf (Tier Nr. 47). Einer der 5 Fälle zeigte zusätzlich vereinzelte neuronale Nekrosen in einer anderen ZNSLokalisation (Tier Nr. 6). 3 der 5 Polioenzephalitiden waren mit einer Meningitis assoziiert (Tier Nr. 4, 13, 36).
2 der 56 Fälle zeigte eine Leukoenzephalitis (3,6%; Abb. 4.7), die mit einer Meningitis
einherging (Tier Nr. 39, 55).
Es traten 5 Panenzephalitiden (8,9%) auf (Tier Nr. 21, 23, 29, 32, 53; Abb. 4.7). Alle Panenzephalitiden waren mit Meningitiden assoziiert. Bei 4 der 5 Panenzephalitiden
war der Entzündungstyp granulomatös (Tier. Nr. 23, 29, 32, 53) bei einem lymphohistiozytär (Tier Nr. 21).
In 27 der 56 Fälle (48,2%) wurden Enzephalitiden beobachtet (Abb. 4.7). In 20 dieser 27
Fälle ist eine assoziierte Meningitis festgestellt worden. 6 der 27 Tiere mit einer Enzephalitis zeigten zusätzlich eine Malazie (Tier Nr. 19, 25, 42, 45, 57, 59), die sich in 2
Fällen in derselben ZNS-Lokalisation befand (Tier Nr. 42, 57).
Einer der 56 Hunde (1,8%) zeigte ausschließlich eine Radikuloneuritis im Rückenmark
(Tier Nr. 38; Abb. 4.7).
Bei 40 der 56 untersuchten Hunde mit nicht-eitriger Meningoenzephalitis (71,4%)
war der lymphohistiozytäre bzw. lymphoplasmahistiozytäre Entzündungstyp vor72
4 ERGEBNISSE
herrschend (s. Abb. 4.9, 4.10, 4.11, 4.12). 10 der 56 Hunde (17,8%) zeigten vorwiegend
eine granulomatöse Entzündung (s. Abb. 4.10). In einem Fall (1,8%) war eine pyogranulomatöse Entzündung (analog zu Abb. 4.14. und 4.15) vorhanden (Tier Nr.
46). Bei 2 Fällen (3,6%) war eine gemischtzellige Entzündung zu finden (Tier Nr. 2,
15).
6 der 56 untersuchten Hunde (10,7%) zeigten neuronale Nekrosen (Tier Nr. 6, 9, 22, 24,
35, 47; analog zu Abb. 4.16 und 4,17), wobei 3 dieser 6 Hunde (5,4% der 56 untersuchten Hunde) keine entzündlichen Infiltrate aufwiesen (Tier Nr. 9, 22, 35; Abb. 4.7
undAbb. 4.9). Einer dieser 3 Hunde zeigte jedoch außerdem eine Malazie (Tier Nr.
22). In 2 von 6 Fällen traten die neuronalen Nekrosen ausschließlich in der Großhirnrinde auf (Tier Nr. 9, 22) in einem Fall in Ammonshorn und Großhirnrinde (Tier Nr.
24) und in 3 weiteren Fällen nur im Ammonshorn (Tier Nr. 6, 35, 47). Betroffen waren im Großhirn immer alle Schichten des Cortex, allerdings mit stärkster Ausprägung in Schicht III. Im Ammonshorn waren immer Pyramidenzellen der CABereiche betroffen. 3 der 6 Tiere zeigten zusätzlich fokale bis multifokale Entzündungen (Tier Nr. 6, 24, 47). Die neuronalen Nekrosen waren in 2 Fällen vereinzelt
(Tier Nr. 6, 22), in einem Fall geringgradig (Tier Nr. 35), in 2 Fällen mittelgradig (Tier
Nr. 9, 47) und in einem Fall mittel- bis hochgradig (Tier Nr. 24).
6 der 56 untersuchten Hunde wiesen neben anderen Veränderungen im ZNS eine geringgradige bis mittelgradige Vakuolisierung der weißen Substanz des Groß- oder
Kleinhirns auf (Tier Nr. 14, 48, 49, 50, 51, 52; s. Abb. 4.38). In einem dieser 6 Fälle war
dabei eine Leukoenzephalitis in der gleichen Lokalisation zu beobachten (Abb. 4.39).
Alle 6 Fälle waren mit Meningitiden und/oder gering- bis mittelgradigen Infiltraten
in anderen ZNS-Lokalisationen assoziiert. 2 der 56 Hunde (3,6%) wiesen zusätzlich
zu entzündlichen Veränderungen eine Demyelinisierung auf (Tier Nr. 17, 41).
73
4 ERGEBNISSE
1,8%
5,4%
3,6%
Enzephalitis ohne spezifisches Verteilungsmuster
8,9%
Meningitis ohne Enzephalitis
Polioenzephalitis
8,9%
48,2%
Panenzephalitis
Leukoenzephalitis
neuronale Nekrosen ohne entzündliche Veränderung
23,2%
Ganglioneuritis ohne Enzephalitis oder Meningitis
Abb. 4.7: Verteilung der histopathologischen Befunde bei Hunden mit ungeklärten nicht-eitrigen
Meningoenzephalitiden (1998-2003) , n=56
4.2.3.2 Histopathologische Befunde von Katzen mit ungeklärten nicht-eitrigen
Meningoenzephalitiden (1998-2003)
6 der 34 Katzen (17,6%) zeigten neben einer Leptomeningitis (analog zu Abb. 4.10)
keine weiteren entzündlichen Veränderungen im ZNS (Tier Nr. 58, 66, 69, 77, 86, 88;
Abb. 4.8). Die Meningitis war in 2 der 6 Fälle fokal (Tier Nr. 69, 86) in zwei Fällen generalisiert (Tier Nr. 58, 77) und bei zwei weiteren Katzen multifokal (Tier Nr. 66, 88).
Der Entzündungstyp war in 4 der 6 Fälle lymphohistiozytär (Tier Nr. 58, 66, 86, 88),
in einem Fall gemischtzellig (Tier Nr. 77) und in einem weiteren fibrinös-eitrig (Tier
Nr. 69). Die fibrinös-eitrige Meningitis ging mit hochgradigen neuronalen Nekrosen
im Ammonshorn einher. Bei einem weiteren der 6 Tiere trat zusätzlich eine geringgradige Vakuolisierung der weißen Substanz auf (Tier Nr. 58).
7 der 34 Katzen (20,6%) wiesen eine Polioenzephalitis auf (Tier Nr. 60, 62, 68, 72, 73, 75,
87; Abb. 4.8). Eine der 34 untersuchten Katzen (2,9%) zeigte eine Panenzephalitis (Tier
Nr. 65) und eine (2,9%) der 34 Katzen eine Leukoenzephalitis (Tier Nr. 84; Abb. 4.8). Alle Polio-, Pan- und Leukoenzephalitiden waren mit Meningitiden assoziiert.
Bei 17 der 34 Tiere wurde eine Enzephalitis (50,0%) festgestellt. 13 dieser 17 Katzen
wiesen dabei zusätzlich eine Meningitis auf (Abb. 4.8).
Bei zwei (5,9%) der 34 untersuchten Tiere war eine lymphohistiozytäre Chorioiditis zu
erkennen, die mit einer gleichartigen, fokalen Meningitis assoziiert war (Tier Nr. 81,
90) (Abb. 4.8).
74
4 ERGEBNISSE
Bei 23 der insgesamt 34 untersuchten Katzen (67,6%) dominierte der lymphoplasmahistiozytäre Entzündungstyp im ZNS (Abb. 4.9, 4.10, 4.11, 4.12). 2 der 34 Katzen mit
nicht-eitriger Meningoenzephalitis (5,9%) wiesen einen granulomatösen (Tier Nr. 64,
67), weitere 2 (5,9%) einen pyogranulomatösen Entzündungstyp auf (Tier Nr. 63, 80;
Abb. 4.14 und 4.15). 6 der 34 untersuchten Katzen hatten vorwiegend gemischtzellige
Infiltrate im ZNS (17,7%) (Tier Nr. 63, 65, 74, 77, 82, 90).
In 6 der 34 Fälle (17,6%) traten neuronale Nekrosen auf (Tier Nr. 60, 61, 62, 69, 75, 84;
Abb. 4.16 und 4.17). Diese waren in einem Fall mittelgradig und in 5 Fällen hochgradig ausgeprägt. In 3 Fällen war das Ammonshorn (Tier Nr. 60, 61, 69) und in 3 Fällen
das Großhirn betroffen (Tier Nr. 62, 75, 84). Im Ammonshorn waren in 2 Fällen je 2
CA-Bereiche betroffen (Tier Nr. 60, 69), im dritten Fall eine dem Subiculum ähnliche
Region. Im Großhirn war immer die gesamte Großhirnrinde mit unterschiedlich ausgeprägter Betonung der Schicht III betroffen. Eine dieser 6 Katzen (2,9% der 34 untersuchten Tiere) zeigte neben hochgradigen neuronalen Nekrosen im Ammonshorn keine entzündlichen Veränderungen im ZNS, aber eine geringgradige, generalisierte
Vakuolisierung der weißen Substanz (Tier Nr. 61; Abb. 4.8 und Abb. 4.9). Bei 2 der 6
Tiere fanden sich in derselben Region, in der die neuronalen Nekrosen auftraten
auch entzündliche Infiltrate (Tier Nr. 62, 75). Bei einer anderen Katze fanden sich neben neuronalen Nekrosen in den CA-Bereiche 1 und 4 des Ammonshorns hochgradige lymphohistiozytäre Infiltrate in der grauen Substanz von Großhirn und Rückenmark (Tier Nr. 60). Bei einer Katze fand sich neben neuronalen Nekrosen im
Großhirn eine Leukoenzephalitis im selben Gehirnareal (Tier Nr. 84). Bei einem der 6
Tiere mit neuronalen Nekrosen trat zusätzlich eine Meningitis auf (Tier Nr. 69).
3 der 34 untersuchten Katzen (8,8%) zeigte ein Vakuolisierung der weißen Substanz
von Groß- und/oder Kleinhirn (Tier Nr. 61, 62, 79). Eine der 34 Katzen (2,9%) wies
zusätzlich zu einer geringgradigen, multifokalen Stammhirnenzephalitis und fokalen
Meningitis eine geringgradige Vakuolisierung der weißen Substanz des Kleinhirns
auf (Tier Nr. 79). Eine weitere der 34 Katzen (2,9%) zeigte neben einer fokalen Poliomeningoenzephalitis und hochgradigen neuronalen Nekrosen im Großhirn eine
hochgradige Vakuolisierung der weißen Substanz von Groß- und Kleinhirn (Tier Nr.
62). Eine der 34 Katzen (2,9%) zeigte neben einer geringgradigen Vakuolisierung der
75
4 ERGEBNISSE
weißen Substanz des Kleinhirns keine entzündlichen Veränderungen, aber hochgradige neuronale Nekrosen im Ammonshorn (Tier Nr. 61). Keine der insgesamt 3 Katzen mit Vakuolisierung der weißen Substanz (8,8% der 34 Katzen) ging mit einer
Leukoenzephalitis einher.
Keine der 34 untersuchten Katzen zeigte eine Malazie oder eine Demyelinisierung.
2,9%
2,9%
2,9%
Enzephalitis
2,9%
Meningitis ohne Enzephalitis
Polioenzephalitis
20,6%
50,0%
Panenzephalitis
Leukoenzephalitis
neuronale Nekrosen ohne entzündliche Veränderung
Chorioiditis ohne Enzephalitis
17,6%
Abb. 4.8: Verteilung der histopathologischen Befunde bei Katzen mit ungeklärten nicht-eitrigen
Meningoenzephalitiden (1998-2003), n=34
76
4 ERGEBNISSE
67,6%
71,4%
lymphohistiozytär
5,9%
granulomatös
17,8%
5,9%
1,8%
pyogranulomatös
Katze
Hund
17,7%
gemischtzellig
3,6%
2,9%
5,4%
Neuronennekrosen*
0%
* ohne entzündliche Veränderungen
20%
40%
60%
80%
100%
Abb. 4.9: Entzündungstypen der ungeklärten nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden bei Hunden
(n=56) und Katzen (n=34) (1998-2003)
4.2.4 Korrelationen von Rasse, Klinik und histopathologischen Befunden
im ZNS bei ungeklärten nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden von
Hunden und Katzen (1998-2003)
Im Allgemeinen wurden keine Korrelationen von Rasse, Alter und Geschlecht der
Tiere mit Art, Lokalisation und/oder Grad der entzündlichen Veränderungen im
ZNS beobachtet. In 6 von 10 (Tier Nr. 11, 14, 20, 23, 28, 29, 32, 43, 44, 45) Fällen beim
Hund, deren histopathologisches Bild bezüglich des Entzündungstyps und der Verteilung der Läsionen innerhalb des ZNS dem der idiopathischen Granulomatösen
Meningoenzephalitis (GME, s. Abschnitt 2.7.2) entsprach, waren allerdings so genannte Zwergrassen betroffen (Tier Nr. 14, 23, 28, 29, 44, 45).
11 (19,6%) der 56 untersuchten Hunde zeigten vorberichtlich keine neurologischen
Symptome (Tier Nr. 3, 8, 10, 15, 16, 27, 30, 31, 33, 35, 44). Einer dieser 10 Hunde
(10,0%) zeigte eine geringgradige, fokale Entzündung (Tier Nr. 30), 3 der 10 Tiere
(30,0%) eine geringgradige, multifokale (Tier Nr. 16, 27, 35) und einer der 10 Hunde
(10,0%) eine hochgradige, multifokale Entzündung im ZNS (Tier N. 44). 5 (50%) der
10 Tiere wiesen mittelgradige Veränderungen im ZNS auf, die bei 3 Hunden (Tier
77
4 ERGEBNISSE
Nr. 10, 15, 33) generalisiert, bei 2 Hunden (Tier Nr. 3, 31) multifokal und bei einem
(Tier Nr. 8) fokal ausgeprägt war.
Bei 13 (38,2%) der 34 untersuchten Katzen waren vorberichtlich keine neurologischen
Symptome berichtet worden (Tier Nr. 63, 64, 67, 72, 73, 74, 77, 79, 81, 82, 83, 86, 88). 8
dieser 13 Katzen (61,5%) zeigten geringgradige, multifokale entzündliche Infiltrate
(Tier Nr. 64, 74, 77, 79, 81, 82, 83, 88), 2 der 13 Katzen (15,4%) gering- bis mittelgradige (Tier Nr. 67, 72), 1 der 13 Katzen (7,7%) mittelgradige, multifokale Infiltrate (Tier
Nr. 73), eine der 13 Katzen (7,7%) wies mittelgradige fokale (Tier Nr. 86) und eine der
13 Katzen (7,7%) wies hochgradige, generalisierte entzündliche Infiltrate im Plexus
chorioideus auf (Tier Nr. 63).
4.3 Zusammenfassung der ätiologischen Diagnosen von nichteitrigen Meningoenzephalitiden bei Hunden und Katzen (19982003)
Im Rahmen der vorliegenden Untersuchung gelang die Klärung in 14 von 56 Fällen
ursprünglich unklarer nicht-eitriger Meningoenzephalitis beim Hund (25,0%) und in
13 von 34 Fällen bei der Katze (38,2%). Allerdings kann bei einem Teil dieser Fälle
trotz der eindeutigen immunhistochemischen Reaktionen keine abschließende Diagnose gestellt werden.
Beim Hund konnte in einem Fall porzines Herpesvirus-1-Antigen, in 5 Fällen Parvovirus-Antigen und -DNA und in einem Fall kanines Parainfluenzavirus-Antigen
nachgewiesen werden. Bei einer der 34 untersuchten Katzen konnte ParvovirusAntigen und -DNA, in 3 Fällen felines Infektiöse Peritonitis-Virus-Antigen und in einem weiteren Fall E. coli-Antigen im ZNS nachgewiesen werden.
Bei 8 von 56 untersuchten Hunden (14,3%) und 7 von 34 untersuchten Katzen (20,6%)
gibt es immunhistochemische Hinweise auf eine Infektion mit WNV bzw. EMCV,
dabei wurden bei einem Hund (Tier Nr. 11) und einer Katze (Tier Nr. 80) sowohl
WNV- als auch EMCV-spezifische Reaktionen beobachtet. Bei einem der Hunde (Tier
Nr. 32), die WNV-spezifische Reaktionen im ZNS aufwiesen, konnte immunhistochemisch des Weiteren kanines Parainfluenzavirus-Antigen nachgewiesen werden.
78
4 ERGEBNISSE
Bei 5 der 56 Hunde (8,9%) und 4 der 34 Katzen (11,8%) konnten bei der immunhistochemischen Untersuchung auf WNV-Antigen Präzipitate beobachtet werden. Mittels
RT-PCR zum Nachweis WNV-spezifischer RNA in ZNS und Niere konnte in keinem
der 9 Fälle WNV-spezifische RNA amplifiziert werden. Das ZNS von 4 von 56 Hunden (7,1%) und 4 von 34 Katzen (11,8%) wies bei der immunhistochemischen Untersuchung auf EMCV-Antigen spezifische, zell-assoziierte Präzipitate auf. Da zum
Zeitpunkt der Durchführung der Studie keine molekularbiologische Methoden wie
in-situ-Hybridisierung oder PCR zum Nachweis von EMCV-spezifischer RNA aus
Formalin-fixiertem, Paraffin-eingebettetem Gewebe zur Verfügung stand, konnte der
Nachweis einer EMCV-Infektion dieser 8 Tiere nicht abschließend verifiziert werden.
Bei einer der 34 Katzen waren bei der immunhistochemischen Untersuchung auf
FeLV-Antigen schwach braune, zell-assoziierte DAB-Präzipitate zu beobachten. Da
kein lymphoretikuläres Gewebe zur Überprüfung einer FeLV-Infektion zur Verfügung stand, kann lediglich der Verdacht einer FeLV-Infektion mit ZNS-Beteiligung
ausgesprochen werden.
Tab. 4.2: Im ZNS von Hunden und Katzen mit nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden (1998-2003)
nachgewiesene Infektionserreger
HUND
KATZE
Porzines Herpesvirus-1
1
–
Parvovirus
5
1
West Nile-Virus*
5
4
FIP-Virus
–
3
Kanines Parainfluenzavirus
1
–
Enzephalomyokarditisvirus*
4
4
Felines Leukämievirus*
–
1
Escherichia coli
–
1
ERREGER
*lediglich Hinweise bzw. Verdacht
Es bleiben insgesamt 63 der 90 Fälle (70,0%) nicht-eitriger Meningoenzephalitis hinsichtlich ihrer Ätiologie im Rahmen dieser Studie ungeklärt. Bei 42 der 56 Hunde aus
den Jahren 1998-2003 (75,0%) und 21 der 34 Katzen aus den Jahren 1998-2003 (61,7%)
79
4 ERGEBNISSE
konnte trotz umfangreicher Untersuchungen auf verschiedene Erreger die Ätiologie
der nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden nicht geklärt werden.
Die unklar gebliebenen Fälle aus den Jahren 1998-2002 beim Hund (37 Fälle) stellen
12,2% aller 303 aufgetretenen ZNS-Veränderungen dieses Zeitraums dar (s. Tab. 4.1).
Bei der Katze machen die unklar gebliebenen Fälle aus den Jahren 1998-2002 13,3%
der 158 in dieser Zeit aufgetretenen ZNS-Läsionen aus (s. Tab. 4.1).
4.4 Nachweis von Infektionserregern bei ungeklärten nicht-eitrigen
Meningoenzephalitiden bei Hunden und Katzen (1998-2003)
Im Rahmen der vorliegenden Untersuchung gelang die Klärung von 14 von 56 Fällen
nicht-eitriger Meningoenzephalitis beim Hund (25,0%) und 13 von 34 Fällen bei der
Katze (38,2%). Allerdings kann bei einem Teil dieser Fälle trotz der eindeutigen immunhistochemischen Reaktionen keine abschließende Diagnose gestellt werden.
Die betroffenen ZNS-Lokalisationen waren dabei aufgrund des retrospektiven Charakters der Studie nicht immer exakt zu identifizieren. Wenn eine Zelle nicht sicher
einem bestimmten Zelltyp zugeordnet werden konnte, wurde ihre Morphologie beschrieben und die in Frage kommenden Zelltypen in Abschnitt 5.2 diskutiert. In Abschnitt 4.5 wird die Korrelation des Erregernachweises mit Rasse, Klinik und histopathologischen Veränderungen der Tiere dargestellt. Die histopathologischen Enddiagnosen finden sich zusammen mit den Tierdaten und klinischen Symptomen in
Tab. 9.1. Die genauen histopathologischen Befunde für jedes Tier finden sich in Tab.
9.2.
4.4.1 Nachweis von Infektionserregern mittels Spezialfärbungen
Spezialfärbungen wurden nur in einem Teil der 90 untersuchten Fälle mit ungeklärter nicht-eitriger Meningoenzephalitis (56 Hunde, 34 Katzen) durchgeführt (s. Tab.
9.3). Mittels Periodic-Acid-Schiff-Methode (PAS), Giemsa-, Grocott- und ZiehlNeelsen-Färbung (ZN) konnten bei keinem der derart untersuchten Hunde oder Katzen Erreger-spezifische Strukturen im ZNS nachgewiesen werden.
80
4 ERGEBNISSE
4.4.2 Nachweis von Infektionserregern mittels Immunhistochemie (IHC)
sowie in Einzelfällen mittels in-situ-Hybridisierung (ISH) und PCR
Im Folgenden wird für jeden Erregernachweis die spezifische Nachweisreaktion in
der entsprechenden Positivkontrolle beschrieben. Traten bei einem Erregernachweis
mittels Immunhistochemie oder in-situ-Hybridisierung im Allgemeinen, d.h. bei allen untersuchten 56 Hunden und 34 Katzen eine Hintergrundreaktion oder zusätzliche Erreger-unspezifische Anfärbungen auf, wird dies ebenfalls dargestellt, im negativen Fall wird darauf verzichtet. Wurde ein Erreger bei mehr als einem Tier nachgewiesen, wird den Einzeltierbefunden eine kurze Zusammenfassung vorangestellt.
In Abschnitt 4.5 wird die Korrelation des Erregernachweises (ggf. auch die Befunde
verschiedener Nachweismethoden für denselben Erreger) mit Rasse, Klinik und
histopathologischen Veränderungen der Tiere dargestellt.
4.4.2.1 Nachweis von kaninem und felinem Herpesvirus-Antigen
Als Positivkontrolle diente die Lunge einer Katze mit bereits nachgewiesener Herpesvirus-Infektion. Der Nachweis von felinem Herpesvirus-Antigen gelang im Zytoplasma zahlreicher Makrophagen in den Bronchien sowie in Bronchialepithelzellen
in Form feingranulärer Präzipitate (Abb. 4.18).
Allgemein traten im neuronalen Zytoplasma häufig feingranuläre Präzipitate auf.
Da diese aber auch in histopathologisch unveränderten Gehirnen von Hunden und
Katzen vorkamen, wurden sie als nicht spezifisch für kanines und felines Herpesvirus beurteilt.
Bei keinem der 56 untersuchten Hunde konnte kanines Herpesvirus-Antigen im ZNS
nachgewiesen werden.
Keine der 34 untersuchten Katzen zeigte nach Inkubation mit dem anti-HerpesvirusAntikörper ein spezifisches Reaktionsprodukt im ZNS.
4.4.2.2 Nachweis von porzinem Herpesvirus-1-Antigen
Als Positivkontrolle diente das Rückenmark eines Hundes mit bereits nachgewiesener porziner Herpesvirus-1-Infektion. Der Nachweis von porzinem Herpesvirus-1
81
4 ERGEBNISSE
(PHV-1)-Antigen in diesem Gehirn gelang in Form granulärer Präzipitate in Perikaryen einzelner Neuronen und zytoplasmatisch in einzelnen Gliazellen (Abb. 4.19).
Bei einem der 56 untersuchten Hunde konnte Porzines Herpesvirus-1-Antigen im
ZNS nachgewiesen werden.
Tier Nr. 6: Bei diesem Hund fand sich ein deutliches granuläres Präzipitat in den Perikaryen vereinzelter Neuronen des Gyrus parahippocampalis (Abb. 68). Weder im
Kleinhirn, im Stammhirn, im Rückenmark, im vorderen Großhirn noch im Darm des
Tieres konnte PHV-1-Antigen nachgewiesen werden.
Keine der 34 untersuchten Katzen wies PHV-1-spezifische Reaktionsprodukte im
ZNS auf.
4.4.2.3 Nachweis von kaninem Adenovirus-1-Antigen
Als Positivkontrolle diente die Leber eines Hundes mit bereits nachgewiesener kaniner Adenovirus-1 (CAV-1)-Infektion. Der Nachweis von CAV-1-Antigen gelang im
Zytoplasma von Hepatozyten und Makrophagen in Form feingranulärer Präzipitate
(Abb. 4.20).
Bei keinem der 56 untersuchten Hunde konnte CAV-1-Antigen im ZNS nachgewiesen werden.
Die 34 Katzen wurden nicht auf das Vorhandensein von CAV-1-spezifischem Antigen im ZNS untersucht.
4.4.2.4 Nachweis von kaninem und felinem Parvovirus-Antigen bzw. -DNA
Als Positivkontrolle diente sowohl beim Antigen- als auch beim DNA-Nachweis der
Darm eines Hundes mit bereits nachgewiesener Parvovirus-Infektion. ParvovirusAntigen bzw. -DNA wurde im Kern und Zytoplasma zahlreicher Kryptepithelzellen
dieses Darms in Form feingranulärer bis granulärer Präzipitate nachgewiesen (Abb.
4.21 und 4.22).
Allgemein traten in Hundegehirnen teilweise homogene bis feingranuläre Präzipitate in Gefäßendothelzellen der Meninx auf. Da gleichartige Veränderungen auch im
histopathologisch unveränderten ZNS von Kontrollhunden zu finden war, wurden
sie als nicht spezifisch für Parvovirus-Antigen beurteilt.
82
4 ERGEBNISSE
Bei 5 der 56 untersuchten Hunde (Tier Nr. 48, 49, 50, 51, 52) konnte immunhistochemisch Parvovirus-Antigen und mittels in-situ-Hybridisierung bei 4 dieser 5 Hunde
(Tier Nr. 48, 49, 51, 52) Parvovirus-spezifische DNA im Gehirn nachgewiesen werden
(analog zu Abb. 4.38 bis 4.51). Bei einem der 5 Hunde stand auch Gewebe von Herz,
Lunge, Leber und Niere zur Verfügung. Im Myokard konnte dabei sowohl Parvovirus-Antigen als auch Parvovirus-spezifische DNA nachgewiesen werden (Abb. 4.52
und 4.53).
Tier Nr. 48: Dieses Tier wies bei der immunhistochemischen Untersuchung zum
Nachweis von Parvovirus-Antigen vereinzelt feingranuläre Präzipitate im Zytoplasma von Makrophagen in der Meninx im Bereich des Kleinhirns auf (analog zu
Abb. 4.50). Des Weiteren wurden vereinzelt im Kern und Zytoplasma von Zellen, bei
denen es sich vermutlich um Astrozyten handelt (Abb. 4.49) Parvovirus-Antigen
nachgewiesen. Außer in der Meninx und in einzelnen vermuteten Astrozyten konnten weder in Großhirn, Ammonshorn Mittelhirn, Kleinhirn, Medulla oblongata noch
Rückenmark mittels Immunhistochemie spezifische Präzipitate nachgewiesen werden. Mittels in-situ-Hybridisierung konnte Parvovirus-spezifische DNA im Kern
mehrerer in der Meninx befindlicher Zellen nachgewiesen werden, die die gleiche
Morphologie aufwiesen wie die Zellen, in denen Parvovirus-Antigen vorhanden
war. Weiterhin fanden sich geringe Mengen an Parvovirus-DNA in den Perikaryen
einzelner Purkinjezellen im Kleinhirn (analog zu Abb. 4.48) und im Kern von Plexuszellen. In Medulla oblongata und Rückenmark konnte weder Parvovirus-Antigen
noch Parvovirus-spezifische DNA nachgewiesen werden.
Tier Nr. 49: Bei diesem Hund konnte mittels Immunhistochemie und in-situHybridisierung vorwiegend periventrikulär im Bereich des Seitenventrikels im
Großhirn im Kern und Zytoplasma von Zellen, bei denen es sich vermutlich um
Spongioblasten handelt (Abb. 4.44 und 4.45), in parenchymatösen Makrophagen und
im Bereich des Kleinhirns im Zytoplasma vereinzelter Zellen, die nicht eindeutig der
Meninx oder der äußeren Körnerschicht zugeordnet werden konnten, ParvovirusAntigen bzw. -DNA nachgewiesen werden. Weiterhin zeigte eine Zelle mit ovoidem
Zellkern – vermutlich ein Astrozyt – in der Molekularschicht des Kleinhirns bei der
immunhistochemischen Untersuchung auf Parvovirus-Antigen bis in die Fortsätze
83
4 ERGEBNISSE
hinein ein feingranuläres, zytoplasmatisches Präzipitat (analog zu Abb. 4.49). Im
Ammonshorn konnte in der CA-1-Region im Zytoplasma einer Gefäßendothelzelle
Parvovirus-Antigen nachgewiesen werden. Derartige Reaktionen werden beim
Nachweis von Parvovirus-DNA nicht beobachtet. Im Großhirn konnten im Zytoplasma vereinzelter Pyramidenzellen mittels in-situ-Hybridisierung geringe Mengen
Parvovirus-spezifischer DNA (Abb. 4.48), jedoch kein Parvovirus-Antigen nachgewiesen werden. Weiterhin wiesen einzelne verschiedenartige Zellen in Körner- und
Molekularschicht des Kleinhirns, bei denen es sich vermutlich um Astrozyten und
Mikrogliazellen handelt, Parvovirus-spezifische DNA auf. In Mittelhirn und Medulla
oblongata
konnten
weder
mittels
Immunhistochemie
noch
mittels
in-situ-
Hybridisierung Parvovirus-spezifische Präzipitate beobachtet werden. In Hals-,
Brust- und Lendenmark wurden bei der Untersuchung mittels in-situ-Hybridisierung
multifokal in der grauen Substanz Parvovirus-DNA in Gefäßendothelzellen sowie
vereinzelt auch in Zellen innerhalb der Gefäße beobachtet. Parvovirus-Antigen konnte im Rückenmark nicht nachgewiesen werden.
Tier Nr. 50: Dieser Hund zeigte bei der immunhistochemischen Untersuchung zum
Nachweis von Parvovirus-Antigen periventrikulär im Bereich des Seitenventrikels
im Großhirn eine granuläre, zytoplasmatische Reaktion im Zytoplasma von Zellen,
bei denen es sich vermutlich um Spongioblasten handelt (analog zu Abb. 4.44). Im
gesamten Ammonshorn wiesen in der Immunhistochemie multifokal Zellen, bei denen es sich vermutlich um Astrozyten handelt, ein teils perlschnurartiges, feingranuläres Präzipitat im Zytoplasma auf. Außerdem wiesen vereinzelte Zellen im Bereich
des Kleinhirnes, die nicht eindeutig der Meninx oder der äußeren Körnerschicht zuzuordnen waren, Parvovirus-Antigen-spezifische Präzipitate auf. Mittelhirn, Kleinhirn und Medulla oblongata zeigten bei der Untersuchung mittels Immunhistochemie keine spezifischen Präzipitate. Parvovirus-spezifische DNA konnte im ZNS des
Hundes nicht nachgewiesen werden. Das Rückenmark wurde aufgrund des autolytischen Zustandes nicht untersucht.
Tier Nr. 51: Dieses Tier wies im Stratum granulare des Kleinhirns und im Gyrus dentatus bei der immunhistochemischen Untersuchung zum Nachweis von ParvovirusAntigen in einzelnen Makrophagen/Mikrogliazellen ein feingranuläres, zytoplasma-
84
4 ERGEBNISSE
tisches Reaktionsprodukt auf. Mittels in-situ-Hybridisierung trat in morphologisch
gleichartigen Zellen derselben Lokalisation ein spezifisches Präzipitat im Kern auf.
Weiterhin war im Zytoplasma einzelner Purkinjezellen Parvovirus-spezifische DNA,
in der immunhistochemischen Untersuchung jedoch kein Parvovirus-Antigen zu erkennen. Außerdem konnte mittels in-situ-Hybridisierung in den Perikaryen einzelner
Pyramidenzellen (analog zu Abb. 4.48) und im Kern verschiedenartige Zellen im Lobus frontalis, bei denen es sich vermutlich um Astrozyten und Makrophagen/Mikrogliazellen handelt, Parvovirus-spezifische DNA nachgewiesen werden. In
Mittelhirn, Medulla oblongata und Rückenmark konnte mittels immunhistochemischer Untersuchung kein Parvovirus-Antigen nachgewiesen werden. Weder in
Großhirn, Mittelhirn, Medulla oblongata noch Rückenmark konnte Parvovirusspezifische DNA nachgewiesen werden.
Tier Nr. 52: Dieser Hund wies bei der Untersuchung mittels Immunhistochemie im
Kleinhirn,
überwiegend
im
Kleinhirnmark,
zytoplasmatisch
in
Makropha-
gen/Mikrogliazellen, in Großhirn und Ammonshorn in vereinzelten Zellen, bei denen es sich vermutlich um Astrozyten handelt und im Bereich des Kleinhirns auch in
Zellen die nicht eindeutig der Meninx oder der äußeren Körnerzellschicht zugeordnet werden können, feingranuläre, zytoplasmatische Präzipitate auf. Mittels in-situHybridisierung konnte in allen Schichten des Kleinhirns multifokal und im Großhirn
vereinzelt im Kern von Makrophagen/Mikrogliazellen und Zellen, bei denen es sich
vermutlich um Astrozyten handelt, Parvovirus-spezifische DNA nachgewiesen werden. Mittels Immunhistochemie konnte im Kern und Zytoplasma einzelner Herzmuskelzellen, mittels in-situ-Hybridisierung multipler Herzmuskelzellen ParvovirusAntigen bzw. DNA nachgewiesen werden (Abb. 4.52 und 4.53). Das Ammonshorn
wies in der in-situ-Hybridisierung keine spezifischen Präzipitate auf. In der grauen
Substanz des Halsmarkes konnten in Kapillarendothelzellen sowie vereinzelt auch in
Zellen innerhalb der Gefäße Parvovirus-DNA beobachtet werden. Das Rückenmark
wies jedoch in der immunhistochemischen Untersuchung keine Parvovirusspezifischen Präzipitate auf. In Lunge, Leber und Niere konnten mittels immunhistochemischer Untersuchung und in-situ-Hybridisierung keine Parvovirus-spezifischen
Präzipitate beobachtet werden.
85
4 ERGEBNISSE
Bei einer der 34 untersuchten Katzen konnte Parvovirus-spezifisches Antigen und –
DNA im ZNS nachgewiesen werden.
Tier Nr. 71: Die Katze zeigte immunhistochemisch und mittels in-situ-Hybridisierung
feingranuläre Reaktionen im Kern und im Zytoplasma zahlreicher, verschiedenartiger Neuronen, verschiedenartiger Zellen, bei denen es sich vermutlich um Astrozyten und Mikrogliazellen/Makrophagen handelt und perivaskulärer Makrophagen
im gesamten Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn, Kleinhirn, Medulla oblongata sowie in der grauen und weißen Substanz des Rückenmarkes (Abb. 4.41, 4.42, 4.43,
4.46, 4.47, 4.50, 4.51). Die Reaktion im Kleinhirn war in der Körnerschicht und in der
äußeren Körnerschicht am stärksten ausgeprägt (Abb. 4.42, 4.43, 4.51). Außerdem
fanden sich Parvovirus-Antigen-spezifische Präzipitate im Zytoplasma von Ependymzellen und multifokal zytoplasmatisch in Kapillarendothelzellen, wobei letztere
auch Parvovirus-DNA aufwiesen (analog zu Abb. 4.50). Im Darm der Katze konnte
im Kern und im Zytoplasma einzelner Kryptepithelzellen ein feingranuläres Präzipitat nachgewiesen werden. Mittels in-situ-Hybridisierung zeigte sich eine Parvovirusspezifische Reaktion in wesentlich mehr Kryptepithelzellen im Darm. Das Pankreas
wies weder in der Untersuchung mittels Immunhistochemie noch mittels in-situHybridisierung Parvovirus-spezifischen Reaktionen auf.
4.4.2.5 Nachweis von Frühsommer-Meningoenzephalitis-Virus-Antigen
Als Positivkontrolle diente das ZNS einer experimentell mit FrühsommerMeningoenzephalitis (FSME)-Virus infizierten Maus. FSME-Virus-Antigen wurde in
Form feingranulärer Präzipitate im Zytoplasma zahlreicher Neuronen und Gliazellen
nachgewiesen (Abb. 4.23).
Die immunhistochemische Farbreaktion zum Nachweis von FSME-Virus-Antigen
zeigte allgemein eine schwache bräunliche Hintergrundfärbung. Selten trat eine
schwache, granuläre Reaktion im neuronalen und plasmazellulären Zytoplasma auf.
Im Neuropil war teilweise eine unspezifische feingranuläre Reaktion zu erkennen.
Da diese Präzipitate auch im histopathologisch unveränderten ZNS von Kontrolltieren auftraten, wurden sie als nicht spezifisch für FSME-Virus-Antigen angesehen.
86
4 ERGEBNISSE
Bei keinem der 56 untersuchten Hunde konnte FSME-Virus-Antigen im ZNS nachgewiesen werden.
Keine der 34 untersuchten Katzen wies FSME-Virus-Antigen im ZNS auf.
4.4.2.6 Nachweis von West Nile-Virus-Antigen bzw. -RNA
Als Positivkontrolle dienten Niere und ZNS einer Dohle mit bereits nachgewiesener
West Nile-Virus(WNV)-Infektion. Der immunhistochemische Nachweis von WNVAntigen mittels der Antikörper anti-MEP-E und anti-NSP-1 gelang in Form feingranulärer Präzipitate in Glomerula und im Zytoplasma zahlreicher Tubulusepithelzellen der Niere (Abb. 4.24 und 4.25) und im Zytoplasma vereinzelter, verschiedenartiger Neuronen multifokal im ZNS.
Der in Einzelfällen für die immunhistochemische Untersuchung verwendete monoklonale anti-NSP-1-Antikörper erzeugte allgemein eine schwache bräunliche Hintergrundfärbung. Bei der immunhistochemischen Untersuchung von Niere, Leber,
Milz, Pankreas, Darm, Herz, Lunge und Lymphknoten von Hunden und Katzen mit
dem anti-NSP-1-Antikörper trat häufig eine feingranuläre Reaktion im Zellkern ovoider Zellen auf, die sich auch in das umgebende extrazelluläre Gewebe ausbreitete.
Weiterhin war teilweise eine granuläre Reaktion in den Tubulusepithelzellen der
Niere sowie eine feingranuläre Reaktion in Kryptepithelzellen im Darm und eine
homogene Färbung von Serum zu beobachten. Da alle hier in Organen beschriebenen
Reaktionen auch in Organen von Kontrolltieren mit nicht-eitriger Meningoenzephalitis ohne Verdacht auf WNV-Infektion bzw. ohne histopathologische Veränderungen
auftraten, wurden sie als nicht spezifisch für WNV-Antigen beurteilt.
Nach RNA-Isolierung aus dem zur Verfügung stehenden Paraffin-Material von Niere und ZNS wurde unter Verwendung eines WNV-spezifischen Primer-Paares eine
RT-PCR durchgeführt. Das WNV-spezifische RT-PCR-Produkt aus Niere und ZNS
der als Positivkontrolle dienenden Dohle wies nach Teilsequenzierung mit bereits
veröffentlichten Sequenzen verschiedener WNV-Stämme (AF196835, AY268133.1,
AY268132.1, AY262283.1, AY052413.1, AY052412.1, AY052411.1) eine Homologie von
97% auf (Tab. 4.3; Abb. 4.64 und 4.66).
87
4 ERGEBNISSE
Tab. 4.3: Alignment des teilsequenzierten WNV-spezifischen RT-PCR-Amplifikats aus Niere und
ZNS einer Dohle mit bereits nachgewiesener WNV-Infektion mit einer bereits veröffentlichten Sequenz eines WNV-Stammes
10
20
30
40
Amplifikat CGANCATGGGAGAAGCTCACAATGACAAACGTGCTGACCCA
||| |||||||||||||||||||||||||||||||||||||
AF196835 CGACCATGGGAGAAGCTCACAATGACAAACGTGCTGACCCA
1190
1200
1210
1220
1230
unterstrichen: antisense primer p277
Bei 5 der 56 untersuchten Hunde traten sowohl unter Verwendung des anti-MEP-EAntikörpers als teilweise auch nach Inkubation mit dem anti-NSP-1-Antikörper zellassoziierte Präzipitate im ZNS auf (analog zu Abb. 4.54 bis 4.59).
Die mittels RT-PCR erhaltenen GAPDH-spezifischen Amplifikate aus ZNS und Niere dieser 5 Hunde zeigten eine Homologie von 100% mit bereits veröffentlichten kaninen Sequenzen (AB038240.1, AF091136.1; Abb. 4.65 und 4.67). Bei keinem der 5
Hunde wurden in ZNS oder Niere WNV-spezifische Amplifikate in der RT-PCR beobachtet (Abb. 4.64 und 4.66).
Tier Nr. 11: Im Gehirn dieses Hundes traten bei der Untersuchung mit dem antiMEP-E-Antikörper in der Medulla oblongata feingranuläre Präzipitate im Zytoplasma vereinzelter Neuronen eines nicht näher zu bestimmenden Kerngebietes sowie
im Zytoplasma vereinzelter Makrophagen/Mikrogliazellen der entzündlich veränderten Bereiche im Mittelhirn auf. Die Untersuchung des ZNS mit dem anti-NSP-1Antikörper erbrachte keine spezifischen Reaktionen. In Niere, Herz, Leber, Lunge
und Thymus des Hundes traten bei Verwendung beider anti-WNV-Antikörper keine
spezifischen Präzipitate auf.
Tier Nr. 28: Bei diesem Hund traten nach Inkubation mit dem anti-MEP-EAntikörper im Zytoplasma zahlreicher Pyramidenzellen der Bereiche CA-1 und -2
des Ammonshorns schwache, feingranuläre Präzipitate auf. Bei Verwendung des anti-NSP-1-Antikörpers zeigten vereinzelte Pyramidenzellen derselben Lokalisation eine gleichartige Reaktion; zusätzlich wiesen Makrophagen/Mikrogliazellen in Mittelhirn und Pons feingranuläre, zytoplasmatische Reaktionen auf (analog zu Abb. 4.56).
Nach
Verwendung
beider
Antikörper
traten
in
vereinzelten
Makropha-
gen/Mikrogliazellen in der grauen und weißen Substanz des Rückenmarks zy88
4 ERGEBNISSE
toplasmatische Reaktionen auf. In Niere, Herz, Leber und Milz dieses Hundes blieben bei der immunhistochemischen Untersuchung mit beiden anti-WNVAntikörpern spezifische Reaktionen aus.
Tier Nr. 32: Dieses Tier wies bei der immunhistochemischen Untersuchung mittels
des anti-MEP-E-Antikörpers in einer nicht näher zu bestimmenden Region des vorderen Großhirns multifokal feingranuläre Präzipitate in den Perikaryen zahlreicher
Pyramidenzellen auf. Bei Verwendung des anti-NSP-1-Antikörpers zeigten zahlreiche Pyramidenzellen in der gleichen Lokalisation ebenfalls eine feingranuläre, zytoplasmatische Reaktion. Außerdem wiesen bei der Inkubation mit dem anti-NSP-1Antikörper zahlreichen Zellen, bei denen es sich vermutlich um Makrophagen/Mikrogliazellen handelt, multifokal im gesamten vorderen Großhirn zytoplasmatische Präzipitate auf (analog zu Abb. 4.56). Eine derartige Reaktion trat nach
Anwendung des anit-MEP-E-Antikörpers nicht auf. In Niere, Leber, Lunge und
Lymphknoten dieses Hundes konnten nach der Untersuchung mit beiden antiWNV-Antikörpern keine spezifischen Reaktionsprodukte beobachtet werden.
Tier Nr. 43: Dieser Hund zeigte im Nucleus caudatus unter Verwendung beider
WNV-spezifischer Antikörper, bei Anwendung des anti-NSP-1-Antikörpers auch in
allen anderen ZNS-Lokalisationen eine feingranuläre Reaktion im Zytoplasma von
Zellen, bei denen es sich vermutlich um Mikrogliazellen/Makrophagen handelt
(Abb. 4.56). Außerdem wiesen nach Anwendung des anti-MEP-E-Antikörpers im
Lobus parietalis fokal mehrere Pyramidenzellen in der Großhirnrinde ein granuläres
zytoplasmatisches Präzipitat auf (analog zu Abb. 4.59). Eine derartige Reaktion blieb
nach Anwendung des anti-NSP-1-Antikörpers aus. Bei dessen Verwendung traten
zytoplasmatische Präzipitate in multiplen perivaskulären Makrophagen multifokal
in den Entzündungsgebieten im ZNS auf (analog zu Abb. 4.55). Zusätzlich fanden
sich bei Anwendung des anti-NSP-1-Antikörpers in vereinzelten Pyramidenzellen im
Lobus parietalis, fokal im Perikaryon einer Pyramidenzelle der CA-1-Region des
Ammonshorns, in Perikaryen großer Neuronen der ventralen Kerngebieten der Medulla oblongata und vereinzelt in kleinen Neuronen WNV-spezifische Präzipitate
(Abb. 4.57). Spezifische Präzipitate in Niere, Leber, Herz, Milz und Darm blieben bei
der Untersuchung mittels beider anti-WNV-Antikörper aus.
89
4 ERGEBNISSE
Tier Nr. 45: Bei Verwendung des anti-MEP-E-Antikörpers konnten im ZNS keine
WNV-spezifischen Präzipitate nachgewiesen werden. Multifokal wiesen zahlreiche
Zellen mit ovoidem Zellkern, bei denen es sich vermutlich um Mikrogliazellen
/Makrophagen handelt, in Großhirn, Ammonshorn und Mittelhirn nach Anwendung des anti-NSP-1-Antikörpers eine zytoplasmatische Reaktion auf (analog zu
Abb. 4.56). In der gesamten Großhirnrinde zeigten sich nach Inkubation mit dem anti-NSP-1-Antikörper multifokal spezifische Reaktionen vor allem im Kern und teilweise im Zytoplasma zahlreicher Pyramidenzellen (Abb. 4.58). Nach Inkubation mit
beiden anti-WNV-Antikörpern wiesen zahlreiche Gitterzellen in einem malazischen
Bereich im Bereich des Lobus piriformis homogene bis feingranuläre zytoplasmatische Präzipitate auf. Bei Verwendung des anti-NSP-1-Antikörpers wiesen Kerne und
Zytoplasma von Tubulusepithelzellen der Niere sowie das Zytoplasma zahlreicher
Makrophagen/Kupfferscher Sternzellen ein feingranuläres Präzipitat auf (Abb. 4.62
und 4.63). Nach Anwendung des anti-NSP-1-Antikörpers zeigte multifokal auch das
Zytoplasma von Makrophagen und neutrophilen Granulozyten im Pankreas eine
feingranuläre Reaktion. Vereinzelte Tubulusepithelzellen wiesen nach Inkubation
mit dem anti-MEP-E-Antikörper ein feingranuläres, zytoplasmatisches Präzipitat auf.
Leber und Pankreas zeigten unter Verwendung des anti-MEP-E-Antikörpers keine
spezifischen Reaktionen. In Herz und Lunge des Hundes blieben bei Anwendung
beider Antikörper spezifische Reaktionen aus.
Bei 4 der 34 untersuchten Katzen traten sowohl unter Verwendung des anti-MEP-EAntikörpers als auch nach Inkubation mit dem anti-NSP-1-Antikörper zellassoziierte
Präzipitate im ZNS auf (analog zu Abb. 4.54 bis 4.59).
Die mittels RT-PCR erhaltenen GAPDH-spezifischen Amplifikate aus ZNS und Niere dieser 4 Katzen zeigten eine Homologie von 100% mit einer bereits veröffentlichten felinen Sequenz (AB038241.1; Abb. 4.65 und 4.67). Bei keiner der 4 Katzen wurden in ZNS oder Niere WNV-spezifische Amplifikate in der RT-PCR beobachtet
(Abb. 4.64 und 4.66).
Tier Nr. 57: Im Gehirn dieser Katze wiesen nach Verwendung beider WNVspezifischer Antikörper zahlreiche neutrophile Granulozyten und vereinzelte Makrophagen im Plexus chorioideus sowie periventrikulär im Großhirn im Bereich des
90
4 ERGEBNISSE
des Seitenventrikels und des III. Ventrikels feingranuläre, zytoplasmatische Präzipitate auf (Abb. 4.54 und 4.55). Nach Anwendung des anti-NSP-1-Antikörpers zeigte
sich vereinzelt in Perikaryen kleiner Neuronen und im Zytoplasma verschiedenartiger Zellen derselben Gehirnregionen und multifokal in Großhirn, Ammonshorn und
Mittelhirn, bei denen es sich vermutlich um Astrozyten und Mikrogliazellen handelt,
ein feingranuläres Reaktionsprodukt (analog zu Abb. 4.57). In Kleinhirn, Medulla
oblongata, Niere, Leber, Herz und Milz des Tieres konnte nach Inkubation mit beiden Antikörpern kein WNV-Antigen nachgewiesen werden.
Tier Nr. 62: Bei dieser Katze wiesen Zellen mit ovoidem bis rundem Zellkern, bei denen es sich vermutlich um Astrozyten handelt, und perivaskuläre Makrophagen im
Lobus parietalis und am Übergang zum Lobus occipitalis nach Anwendung des antiMEP-E-Antikörpers multifokal feingranuläre, zytoplasmatische Präzipitate auf. Nach
Inkubation mit dem anti-NSP-1-Antikörper zeigte sich in derselben Lokalisation eine
gleichartige Reaktion. Zusätzlich traten hierbei ebenfalls in den gleichen Bereichen
des Großhirns feingranuläre Reaktionen in Perikaryen von Pyramidenzellen auf (analog zu 4.59). In Herz, Leber und Lunge konnten nach Anwendung beider Antikörper keine WNV-spezifischen Reaktionsprodukte beobachtet werden. Die Niere wies
nach Inkubation mit dem anti-MEP-E-Antikörper multifokal ein feingranuläres Präzipitat in den Glomerula auf (Abb. 4.60). Bei Verwendung des anti-NSP-1Antikörpers traten keine spezifischen Präzipitate in der Niere auf.
Tier Nr. 69: Nach Inkubation mit dem anti-NSP-1-Antikörper zeigten zahlreiche verschiedenartige Zellen in der Medulla oblongata, bei denen es sich um Astrozyten oder Oligodendrozyten handeln könnte eine feingranuläre, zytoplasmatische Reaktion
bis in die Fortsätze hinein. Diese Reaktion trat bei Verwendung des anti-MEPAntikörpers in vereinzelten gleichartigen Zellen der gleichen ZNS-Lokalisation auf.
Bei Verwendung des anti-NSP-1-Antikörpers wiesen zusätzlich einzelne große Neuronen in der Medulla oblongata, sowie multifokal Zellen, bei denen es sich vermutlich um Mikrogliazellen/Makrophagen handelt, im Mittelhirn sowie in der weißen
Substanz von Groß- und Kleinhirn ein feingranuläres, zytoplasmatisches Präzipitat
auf (analog zu Abb. 4.59). Die Niere wies nach Anwendung beider Antikörper multifokal eine feingranuläre Reaktion im Zytoplasma von Makrophagen auf. Nach Inku-
91
4 ERGEBNISSE
bation mit dem anti-MEP-E-Antikörper zeigten sich in der Niere weiterhin feingranuläre Präzipitate in einem Glomerulum (analog zu Abb. 4.60). Herz, Lymphknoten,
Leber und Lunge des Tieres wiesen nach Anwendung beider anti-WNV-Antikörper
keine spezifischen Reaktionsprodukte auf.
Tier Nr. 80: Zahlreiche neutrophile Granulozyten und einzelne Zellen mit ovoidem
bis rundlichen Zellkern in Hypothalamus und im Kleinhirnarm wiesen bei diesem
Tier bei Verwendung des anti-MEP-E-Antikörpers eine feingranuläre, zytoplasmatische Reaktion auf. Nach Inkubation mit dem anti-NSP-1-Antikörper konnten in Neuronen und Zellen, bei denen es sich vermutlich um Astrozyten und Mikrogliazellen/Makrophagen handelt, im Bereich der Nuclei intermedius und dentatus feingranuläre, zytoplasmatische Präzipitate beobachtet werden (Abb. 4.59). In neutrophilen
Granulozyten blieben spezifische Reaktionen bei Verwendung des anti-NSP-1Antikörpers aus. Das Zytoplasma zahlreicher Makrophagen in der Niere wies bei
Anwendung beider Antikörper ein granuläres Präzipitat auf. Nach Inkubation mit
dem anti-MEP-E-Antikörper zeigten sich in der Niere zusätzlich multifokal feingranuläre Präzipitate in Glomerula (Abb. 61). In Leber, Lunge und Pankreas konnte bei
Anwendung beider Antikörper kein WNV-spezifisches Antigen nachgewiesen werden.
4.4.2.7 Nachweis von felinem Infektiöse Peritonitis-Virus- und kaninem Coronavirus-Antigen
Als Positivkontrolle diente ein Katzengehirn mit bereits nachgewiesener feliner Infektiöse Peritonitis-Virus (FIPV)-Infektion. FIP-Virus-Antigen wurde in diesem Gehirn in Form diffuser, zytoplasmatischer Präzipitate in mehreren Makrophagen im
Plexus chorioideus nachgewiesen (Abb. 4.26).
Coronavirus-Antigen konnte bei keinem der 56 untersuchten Hunde im ZNS nachgewiesen werden.
Bei 3 der 34 untersuchten Katzen konnte FIP-Virus-Antigen im ZNS nachgewiesen
werden.
Tier Nr. 74: Das Gehirn dieser Katze zeigte multifokal homogene bis feingranuläre
Präzipitate im Zytoplasma mehrerer perivaskulärer Makrophagen in der weißen
92
4 ERGEBNISSE
Substanz der kaudalen Bereiche des Großhirns und im Gyrus parahippocampalis
sowie in Lunge und Lymphknoten und Peritoneum. In Mittelhirn, Kleinhirn und
Medulla oblongata sowie in Herz, Leber, Niere, Darm und Auge konnte kein FIPVirus-Antigen nachgewiesen werden.
Tier Nr. 84: Dieses Tier wies eine homogene, zytoplasmatische Reaktion in vereinzelten Makrophagen im Plexus chorioideus auf. In Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn,
Kleinhirn, Medulla oblongata und Rückenmark sowie in Herz, Lunge, Leber, Niere,
Milz und Lymphknoten war mittels Immunhistochemie kein FIP-Virus-Antigen
nachweisbar.
Tier Nr. 90: Im ZNS dieser Katze konnte multifokal im Plexus chorioideus im IV.
Ventrikel (Abb. 4.71) und in der Meninx im Bereich des Kleinhirns ein homogenes,
zytoplasmatisches Präzipitat in zahlreichen Makrophagen beobachtet werden. Weder in Herz, Lunge, Darm, Pankreas, Leber, Niere noch Lymphknoten des Tieres
konnte FIP-Virus-Antigen nachgewiesen werden.
4.4.2.8 Nachweis von kaninem Parainfluenzavirus-Antigen
Als Positivkontrolle diente das Gehirn eines experimentell mit kaninem Parainfluenzavirus (CPIV) infizierten Frettchens. CPIV-Antigen konnte in Form
feingranulärer, zytoplasmatischer Präzipitate in Ependymzellen nachgewiesen werden (Abb. 27).
Bei einem der 56 untersuchten Hunde konnte immunhistochemisch CPIV-Antigen
im ZNS nachgewiesen werden.
Tier Nr. 32: Bei diesem Hund traten nach Inkubation mit dem anti-CPIV-Antikörper
vereinzelt feingranuläre Präzipitate im Zytoplasma von Makrophagen im Hypothalamus auf (Abb. 4.69). In Großhirn, Ammonshorn, Kleinhirn und Medulla oblongata
sowie in Niere, Leber, Lunge und Lymphknoten dieses Hundes konnten kein CPIVAntigen nachgewiesen werden.
Bei keiner der 34 untersuchten Katzen wurde CPIV-spezifisches Antigen im ZNS
nachgewiesen.
93
4 ERGEBNISSE
4.4.2.9 Nachweis von Staupevirus-Antigen bzw. -RNA
Als Positivkontrolle diente ein Hundegehirn mit bereits nachgewiesener Staupevirus (CDV)-Infektion. Der Nachweis von Staupevirus-Antigen gelang im Zytoplasma
und im Kern zahlreicher Neuronen und Gliazellen des Stratum granulare des Kleinhirns in Form feingranulärer Präzipitate. In als Positivkontrolle dienenden, Staupevirus-infizierten DH82-Zellen konnte mittels in-situ-Hybridisierung StaupevirusmRNA und antigenomische ssRNA im Zytoplasma nachgewiesen werden.
Allgemein zeigte die immunhistochemische Farbreaktion einen schwachen bräunlichen Hintergrund und häufig eine schwache, feingranuläre Reaktion im Perikaryon
großer Neuronen. Da diese Reaktion teilweise auch im histopathologisch unveränderten ZNS von Kontrolltieren auftrat, wurde sie als nicht Staupevirus-Antigenspezifisch angesehen.
Bei 2 der 56 Hunde traten bei der Anwendung des monoklonalen anti-CDVAntikörpers (mab 10H3) verdächtige Präzipitate im ZNS auf, die zunächst eine Staupevirus-Infektion vermuten ließen.
Tier Nr. 54: Ein Hund zeigte multifokal feingranuläre Präzipitate im Zytoplasma von
Zellen mit ovoidem Zellkern und in Perikaryen von Pyramidenzellen in der Großhirnrinde. Da sowohl mittels immunhistochemischer Untersuchung unter Verwendung eines polyklonalen anti-CDV-Antikörpers (Kaninchen #25) als auch durch eine
in-situ-Hybridisierung weder CDV-Antigen noch –RNA nachgewiesen werden konnte, wurde der Fall abschließend als Staupevirus-negativ eingestuft.
Tier Nr. 56: In einem weiteren Fall traten feingranuläre Reaktionen in vereinzelten
perivaskulären Makrophagen und in den Perikaryen vereinzelter kleiner Neuronen
im Großhirn auf. Der polyklonale anti-CDV-Antikörper (Kaninchen #25) fand bei
diesem Tier keine Anwendung. Da mittels in-situ-Hybridisierung keine StaupevirusRNA im Gehirn nachgewiesen werden konnte, wurde der Fall abschließend als
Staupevirus-negativ beurteilt.
Das Gehirn einer der 34 Katzen wies bei der Anwendung des monoklonalen antiCDV-Antikörpers (mab 10H3) verdächtige Präzipitate auf, die zunächst eine Staupevirus-Infektion vermuten ließen.
94
4 ERGEBNISSE
Tier Nr. 86: Diese Katze zeigte granuläre Reaktionen im Zytoplasma zahlreicher
Makrophagen/Mikrogliazellen im Bereich des Lobus parahippocampalis. Da die
immunhistochemische Untersuchung unter Verwendung eines polyklonalen antiCDV-Antikörpers
(Kaninchen
#25)
nur
noch
in
vereinzelten
Makropha-
gen/Mikrogliazellen im Bereich des Gyrus parahippocampalis eine sehr schwache
Reaktion hervorrief und mittels in-situ-Hybridisierung keine Staupevirus-RNA nachgewiesen werden konnte, wurde der Fall abschließend als Staupevirus-negativ beurteilt.
4.4.2.10 Nachweis von Tollwutvirus-Antigen
Als Positivkontrolle diente ein Pferdegehirn mit bereits nachgewiesener Tollwutvirus-Infektion. Der Nachweis von Tollwutvirus-Antigen in diesem Gehirn gelang
multifokal in Perikaryen zahlreicher Neuronen und deren Fortsätze in Form granulärer Präzipitate.
Bei keinem der 56 untersuchten Hunde konnte Tollwutvirus-Antigen im ZNS nachgewiesen werden.
Bei keiner der 34 untersuchten Katzen wurde Tollwutvirus-Antigen im ZNS nachgewiesen.
4.4.2.11 Nachweis von Borna Disease-Virus-Antigen bzw. -RNA
Als Positivkontrolle diente das ZNS einer experimentell mit Borna Disease-Virus
(BDV) infizierten Maus. Der Nachweis von BDV-Antigen gelang zytoplasmatisch in
zahlreichen Neuronen und deren Fortsätzen, im Kern zahlreicher Neuronen sowie
im Zytoplasma von Gliazellen und Ependymzellen und im Neuropil. Mittels in-situHybridisierung konnte mRNA vorwiegend im Zytoplasma von Neuronen und Gliazellen nachgewiesen werden.
Die immunhistochemische und durch in-situ-Hybridisierung erzeugte Farbreaktion
zum Nachweis von BDV-Antigen bzw. –RNA verlief bei den 56 untersuchten Hunden allgemein mit sehr schwachen, diffusen, bräunlichen Hintergrundreaktionen im
ZNS. Bei Katzen traten sowohl in der Immunhistologie als auch in der in-situHybridisierung zum Nachweis von BDV-Antigen bzw. -RNA häufig schwache, fein-
95
4 ERGEBNISSE
feingranuläre Reaktionen im Zytoplasma zumeist großer Neuronen vorwiegend in
der Medulla oblongata auf. Da diese aber auch in histopathologisch unveränderten
Gehirnen von Kontrolltieren vorkamen, wurden sie als nicht BDV-spezifisch beurteilt.
Bei keinem der 56 untersuchten Hunde konnte BDV-Antigen im ZNS nachgewiesen
werden.
Bei 2 der 34 Katzen traten bei der Anwendung des monoklonalen anti-BDVAntikörpers (Bo18) verdächtige Präzipitate auf, die zunächst eine BDV-Infektion
vermuten ließen.
Tier Nr. 74: Einzelne kleine Neuronen im Stammhirn wiesen bei Verwendung des
monoklonalen Antikörpers Bo18 eine schwache, homogene Reaktion im Zytoplasma
auf. Da weder die Untersuchung mit dem monospezifischen anti-p24-Antikörper
noch eine in-situ-Hybridisierung zum Nachweis von BDV-spezifischer RNA spezifische Präzipitate im ZNS ergab, wurde der Fall abschließend als BDV-negativ beurteilt.
Tier Nr. 76: Zahlreiche kleine und vereinzelte große Neuronen in Rückenmark und
Stammhirn dieses Tieres zeigten bei der immunhistochemischen Untersuchung unter
Verwendung des Antikörpers Bo18 eine homogene bis feingranuläre Reaktion im
Zytoplasma. Weder die immunhistochemische Untersuchung unter Verwendung des
anti-p24-Antikörpers noch eine in-situ-Hybridisierung zum Nachweis BDVspezifischer RNA ergab spezifische Reaktionen im ZNS. Die Katze wurde abschließend als BDV-negativ beurteilt.
4.4.2.12 Nachweis von Enzephalomyokarditisvirus-Antigen
Als Positivkontrolle diente das Herz eines experimentell mit Enzephalomyokarditisvirus (EMCV)-infizierten Schweins. EMCV-Antigen wurde in Form feingranulärer
Präzipitate in Purkinjefasern sowie in Kernen und im Zytoplasma zahlreicher Myokardzellen des Tieres nachgewiesen (Abb. 4.32).
Allgemein zeigte die immunhistochemische Farbreaktion zum Nachweis von
EMCV-Antigen eine schwache bräunliche Hintergrundfärbung und häufig granuläre
Präzipitate in Perikaryen von Purkinjezellen des Kleinhirns sowie anderer, vor allem
96
4 ERGEBNISSE
großer Neuronen der Pons. Da diese Reaktionen auch in histopathologisch unveränderten Gehirnen von Kontrolltieren auftraten, wurden sie als unspezifisch für EMCV
beurteilt. Weiterhin wurden regelmäßig schwach braune, diffuse Reaktionen im Zytoplasma von Makrophagen beobachtet, die aber auch in den Negativkontrollen der
jeweiligen Schnitte auftraten und somit als nicht EMCV-spezifisch galten.
Bei 4 der 56 Hunde konnten nach Verwendung des anti-EMCV-Antikörpers mab 4F3
und teilweise nach Inkubation mit den anti-EMCV-Antikörpern mab 3E5 und 4E4
Zell-assoziierte DAB-Präzipitate im Gehirn nachgewiesen werden (analog zu Abb.
4.72, 4.73 und 4.74). Von einzelnen Hunden mit verdächtigen Präzipitaten im ZNS
konnte Gewebe anderer Organe immunhistochemisch auf das Vorhandensein von
EMCV-Antigen untersucht werden.
Tier Nr. 11: Dieser Hund zeigte bei Verwendung des monoklonalen anti-EMCVAntikörpers mab 4F3 vorwiegend direkt submeningeal in Schicht I der Großhirnrinde längere sowie periventrikulär gelegene kurze, feingranuläre, zum Teil netzartig
verflochtene DAB-Präzipitate in Fortsätzen von Zellen bei denen es sich vermutlich
um Astrozyten handelt (Abb. 4.74). In Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn, Kleinhirn
und Medulla oblongata konnten keine weiteren EMCV-spezifischen Präzipitate beobachtet werden. Eine Immunhistochemie unter Verwendung der anti-EMCVAntikörper mab 3E5 und 4E4 wurde nicht durchgeführt.
Tier Nr. 14: Im ZNS dieses Hundes konnte nach Inkubation mit dem anti-EMCVAntikörper mab 4F3 EMCV-spezifisches Antigen in den Perikaryen einzelner Neuronen im Hypothalamus in Form feingranulärer bis granulärer Präzipitate nachgewiesen werden (Abb. 4.72). In Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn, Kleinhirn und Medulla oblongata traten keine weiteren EMCV-spezifischen Reaktionsprodukte auf.
Eine Immunhistochemie unter Verwendung der anti-EMCV-Antikörper mab 3E5
und 4E4 wurde nicht durchgeführt.
Tier Nr. 20: Dieser Hund wies bei Verwendung des anti-EMCV-Antikörpers mab 4F3
in der Immunhistochemie in der Medulla oblongata im Bereich des Überganges zum
Kleinhirnstiel im Zytoplasma zahlreicher Makrophagen und in den Perikaryen vereinzelter kleiner Neuronen ein homogenes bis feingranuläres Präzipitat auf. Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn und Kleinhirn zeigten keine EMCV-spezifischen Re97
4 ERGEBNISSE
aktionsprodukte. Eine Immunhistochemie unter Verwendung der anti-EMCVAntikörper mab 3E5 und 4E4 wurde nicht durchgeführt.
Tier Nr. 33: Dieser Hund zeigte nach Inkubation mit dem anti-EMCV-Antikörper
mab 4F3 und 3E5 in einem dem Subiculum ähnlichen Bereich des Ammonshorns
multifokale, feingranuläre Präzipitate im Zytoplasma gefäßassoziierter Zellen vereinzelter Gefäße (analog zu Abb. 4.73). In Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn, Kleinhirn und Medulla oblongata konnten keine EMCV-spezifischen Präzipitate nachgewiesen werden. Bei der immunhistochemischen Untersuchung von Leber, Milz, Niere, Lunge, Herz und Darm dieses Tieres traten unter Verwendung der anti-EMCVAntikörper mab 4F3 und 3E5 keine spezifischen Reaktionen auf. Eine Immunhistochemie unter Verwendung des anti-EMCV-Antikörpers mab 4E4 wurde nicht durchgeführt.
Bei 4 der 34 Katzen konnten nach Inkubation mit dem anti-EMCV-Antikörper mab
4F3 und teilweise nach Verwendung der anti-EMCV-Antikörper mab 3E5 und 4E4
verdächtige, zell-assoziierte DAB-Präzipitate im ZNS nachgewiesen werden (analog
zu Abb. 4.72, 4.73 und 4.74). Von einzelnen Katzen mit verdächtigen Präzipitaten
wurde Gewebe anderer Organe immunhistochemisch auf das Vorhandensein von
EMCV-Antigen untersucht.
Tier Nr. 60: In einem dem Subiculum ähnlichen Bereich des Ammonshorns dieser
Katze konnte in den Perikaryen einzelner Pyramidenzellen und neuronaler Fortsätze
bei der Untersuchung auf EMCV-Antigen unter Verwendung des mab 4F3 Antikörpers ein feingranuläres Präzipitat beobachtet werden. Großhirn, Mittelhirn, Kleinhirn
und Medulla oblongata wiesen keine EMCV-spezifischen Reaktionsprodukte auf.
Eine Immunhistochemie unter Verwendung der anti-EMCV-Antikörper mab 3E5
und 4E4 wurde nicht durchgeführt.
Tier Nr. 65: Im ZNS dieser Katze wurde nach Anwendung des monoklonalen antiEMCV-Antikörpers mab 4F3 multifokal in gefäßassoziierten Zellen zerebraler Gefäße
eine EMCV-spezifische, feingranuläre, zytoplasmatische Reaktion beobachtet (Abb.
4.73). Des Weiteren wurden in Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn, Kleinhirn und
Medulla oblongata keine EMCV-spezifischen Reaktionsprodukte beobachtet. Eine
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4 ERGEBNISSE
Immunhistochemie unter Verwendung der anti-EMCV-Antikörper mab 3E5 und 4E4
wurde nicht durchgeführt.
Tier Nr. 80: Das Gehirn dieser Katze wies bei Verwendung der monoklonalen antiEMCV-Antikörper mab 4F3 und mab 4E4 feingranuläre Präzipitate im Zytoplasma
zahlreicher Zellen in der Medulla oblongata im Nucleus trigeminalis auf, bei denen
es sich vermutlich um Makrophagen/Mikrogliazellen handelt. Außerdem wiesen
perivaskuläre Makrophagen und einzelne Neuronen im mediokaudalen Thalamus
nach Anwendung der Antikörper mab 4F3 und mab 4E4 eine zytoplasmatische,
EMCV-spezifische Reaktion auf. In Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn, Kleinhirn
und Medulla oblongata konnten keine EMCV-spezifische Präzipitate beobachtet
werden. Der Antikörper mab 3E5 fand im ZNS keine Anwendung. Die immunhistochemische Untersuchung der Organe (Leber, Niere, Schilddrüse, Milz, Pankreas und
Lunge) mittels der anti-EMCV-Antikörper mab 4E4 und mab 3E5 ergab in der Lunge
ein multifokales, feingranuläres Präzipitat in den peribronchialen Drüsen (analog zu
Abb. 4.75). In allen anderen Organen blieben EMCV-spezifische Reaktionen aus.
Tier Nr. 86: Diese Katze wies nach Anwendung des 4F3-Antikörpers keine spezifischen Präzipitate im ZNS auf. Bei der Untersuchung mittels des EMCV-spezifischen
Antikörpers mab 3E5 zeigten sich im Kleinhirnmarkes und in den -stielen multifokal
feingranuläre Präzipitate in gefäßassoziierten Zellen zerebellärer Gefäße (analog zu
Abb. 4.73). In Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn und Medulla oblongata des Tieres
traten keine EMCV-spezifischen Reaktionsprodukte auf. Nach Inkubation mit dem
3E5-Antikörper zeigte sich in der Lunge ein multifokales, feingranuläres Präzipitat in
den peribronchialen Drüsen (Abb. 4.75). In Leber, Milz, Niere, Herz und Darm des
Tieres traten nach Anwendung des 3E5-Antikörpers keine spezifischen Reaktionen
auf. Der anti-EMCV-Antikörper mab 4E4 wurde nicht eingesetzt.
4.4.2.13 Nachweis von felinem Leukämie-Virus-Antigen
Als Positivkontrolle diente die Leber einer Katze mit bereits nachgewiesener feliner
Leukämie-Virus (FeLV)-Infektion. Der Nachweis von FeLV-Antigen gelang in Form
feingranulärer Präzipitate im Zytoplasma zahlreicher Hepatozyten und Makrophagen (Abb. 4.33).
99
4 ERGEBNISSE
Hunde wurden nicht auf das Vorhandensein einer FeLV-Infektion untersucht.
Bei einer der 34 Katzen war nach Anwendung des anti-FeLV-Antikörpers ein zellassoziiertes DAB-Präzipitat im ZNS zu beobachten.
Tier Nr. 66: Diese Katze zeigte fokal eine homogene Reaktion im Zytoplasma von
Mikrogliazellen und vereinzelt im Zytoplasma von Astrozyten des Hypothalamus
(Abb. 4.70). Herz, Leber, Lunge und Niere des Tieres wiesen nach Inkubation mit
dem anti-FeLV-Antikörper keine spezifischen Präzipitate auf. Da zur Absicherung
einer möglichen FeLV-Infektion kein lymphoretikuläres Gewebe für die immunhistochemische Untersuchung zur Verfügung stand, wird der Fall als Verdacht auf
eine FeLV-Infektion mit ZNS-Beteiligung eingestuft.
4.4.2.14 Nachweis von Prion ProteinSC-Antigen
Als Positivkontrolle diente die Tonsille eines Schafes mit bereits nachgewiesener
Prion ProteinSC (PPrSC)-Infektion. Der Nachweis von PPrSC-Antigen gelang zytoplasmatisch in zahlreichen Lymphozyten und Makrophagen dieser Tonsille in Form
feingranulärer Präzipitate (Abb. 4.34.
Die immunhistochemische Farbreaktion zum Nachweis von PPrSC-Antigen zeigte
allgemein eine schwache bräunliche Hintergrundfärbung. Zellen des Plexus chorioideus und Neuronen, besonders die Purkinjezellen im Kleinhirn, wiesen häufig granuläre, zytoplasmatische Reaktionsprodukte auf. Da derartige Präzipitate auch in
histopathologisch unveränderten Gehirnen von Kontrollhunden und -katzen auftraten, wurden sie als nicht spezifisch für PPrSC-Antigen beurteilt. Weiterhin fanden
sich schwach braune zytoplasmatische Präzipitate in Makrophagen und in Gliazellen
sowie feingranuläre Reaktionen im Neuropil. Keine der angegebenen Reaktionen
konnte mittels des amtlichen Verfahrens (IHC im automatisierten Verfahren) zum
Nachweis von Prion ProteinSC im Rahmen der BSE-Kontrolluntersuchung reproduziert werden, obwohl hierbei der gleiche monokolonale Antikörper (L42) eingesetzt
wurde (freundliche Unterstützung durch Dr. Eskens, Staatliches Veterinäruntersuchungsamt Hessen). Somit gelten alle beschriebenen Reaktionen als nicht spezifisch
für PPrSC-Antigen.
Keiner der 56 untersuchten Hunde wies eine PPrSC-spezifische Reaktion im ZNS auf.
100
4 ERGEBNISSE
Bei keiner der Katzen konnte PPrSC-Antigen im ZNS nachgewiesen werden.
4.4.2.15 Nachweis von Listeria monocytogenes-Antigen
Als Positivkontrolle diente das Gehirn eines Schafes mit bereits nachgewiesener
Listeria monocytogenes-Infektion. Der Nachweis von Listeria monocytogenes-Antigen gelang in diesem Gehirn in Form feingranulärer, zytoplasmatischer Präzipitate in zahlreichen Makrophagen und neutrophilen Granulozyten (Abb. 4.35).
Allgemein zeigte die immunhistochemische Farbreaktion zum Nachweis von Listeria monocytogenes-Antigen eine schwache Hintergrundfärbung. Teilweise zeigten
neutrophile Granulozyten und Makrophagen schwach braune, diffuse zytoplasmatische Reaktionen, die auch in den Negativkontrollen der entsprechenden Schnitte auftraten und deshalb als nicht spezifisch für Listeria monocytogenes-Antigen beurteilt
wurden.
Bei keinem der 56 untersuchten Hunde konnte Listeria monocytogenes-Antigen im
ZNS nachgewiesen werden.
Keine der 34 untersuchten Katzen wies eine Listeria monocytogenes-spezifische Reaktion im ZNS auf.
4.4.2.16 Nachweis von Chlamydien-Spezies-Antigen
Der Hoden einer experimentell mit Chlamydia sp. infizierten Ratte diente als Positivkontrolle. Chlamydien-Spezies-spezifisches Antigen wurde in Form feingranulärer
bis granulärer Präzipitate zytoplasmatisch in Makrophagen sowie in Intermediärund Retikulärkörperchen nachgewiesen (Abb. 4.36).
Bei keinem der 56 untersuchten Hunde konnte Chlamydien-Spezies-spezifisches Antigen im ZNS nachgewiesen werden.
Keine der 34 untersuchten Katzen wies Chlamydien-Spezies-spezifische Präzipitate
im ZNS auf.
4.4.2.17 Nachweis von Mykoplasmen-Spezies-Antigen
Die Trachea eines Rindes mit bereits nachgewiesener Mykoplasmen-Infektion fungierte als Positivkontrolle. Mykoplasmen-Spezies-spezifisches Antigen wurde in
101
4 ERGEBNISSE
Form feingranulärer, zytoplasmatischer Präzipitate in zahlreichen Makrophagen
nachgewiesen (Abb. 4.37). Trachealepithelzellen wiesen, wie regelmäßig beim immunhistochemischen Nachweis von Mykoplasmen-Antigen beobachtet (BUCHENAU 2003), unspezifische homogene bis feingranuläre, zytoplasmatische Präzipitate
auf.
Allgemein ging die immunhistochemische Farbreaktion zum Nachweis von Mykoplasmen-Spezies-spezifischem Antigen im ZNS mit einer starken Hintergrundfärbung einher. Gefäßepithelzellen im ZNS zeigten häufig eine homogene, zytoplasmatische Reaktion. Da diese aber auch in histopathologisch unveränderten Gehirnen
von Kontrolltieren auftraten, wurden sie als nicht spezifisch für MykoplasmenSpezies-spezifisches Antigen beurteilt. Bei Katzen kam es zudem teilweise zu einer
schwachen, feingranulären unspezifischen Färbung des neuronalen Zytoplasmas, die
auch in den Negativkontrollen der entsprechenden Schnitte zu finden war und deshalb als nicht spezifisch für Mykoplasmen-Spezies-spezifisches Antigen beurteilt
wurde. Im ZNS der Kontrolltiere waren derartige Reaktionen nicht zu beobachten.
Bei keinem der 56 untersuchten Hunde wurde immunhistochemisch MykoplasmenSpezies-spezifisches Antigen im ZNS nachgewiesen.
Bei keiner der 34 untersuchten Katzen konnten Mykoplasmen-Spezies-spezifische
Präzipitate im ZNS beobachtet werden.
4.4.2.18 Nachweis von Escherichia coli-Antigen
Als Positivkontrolle diente ein Escherichia coli-Pellet, in dem alle Bakterien immunhistochemisch gefärbt wurden.
Allgemein war bei der immunhistochemischen Farbreaktion zum Nachweis von Escherichia coli-Antigen im ZNS eine leicht granuläre Reaktion in Perikaryen verschiedenartiger Neuronen zu beobachten. Da gleichartige Reaktionen auch im histopathologisch unveränderten ZNS von Kontrolltieren auftraten, wurden sie als nicht spezifisch für E. coli beurteilt.
Keiner der 56 untersuchten Hunde wies E. coli-Antigen im ZNS auf.
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4 ERGEBNISSE
Bei einer der 34 untersuchten Katzen konnten nach Verwendung des E. coliAntikörpers spezifische Reaktionsprodukte im ZNS nachgewiesen werden.
Tier Nr. 82: Diese Katze wies eine feingranuläre Reaktion im Zytoplasma meningealer Makrophagen überwiegend im Kleinhirn und vereinzelt in den kaudalen Regionen des Großhirns auf (Abb. 4.78). Periventrikulär im Großhirn konnte im Zytoplasma von Makrophagen und im Parenchym E. coli-Antigen nachgewiesen werden
(Abb. 4.79). Außerdem zeigten Bakterienrasen in Gefäßen und im ZNS-Parenchym
multifokal eine E. coli-spezifische Farbreaktion (Abb. 4.77). Außer den beschriebenen
Reaktionen konnten weder in Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn, Kleinhirn noch
Medulla oblongata E. coli-spezifische Präzipitate beobachtet werden. Im Darm des
Tieres konnte innerhalb des Lumens E. coli-Antigen dargestellt werden und einzelne
Makrophagen in der Lunge wiesen bei der immunhistochemischen Untersuchung
zum Nachweis von E. coli-Antigen verdächtige Reaktionen auf. In Herz, Leber und
Niere des Tieres konnte kein E. coli-Antigen nachgewiesen werden.
4.5 Rasse, Klinik, histopathologische Veränderungen und Nachweis
von Infektionserregern im ZNS bei ursprünglich ungeklärten
nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden von Hunden und Katzen
(1998-2003)
In diesem Abschnitt werden die erhobenen Daten korreliert. Zunächst werden die
Korrelationen für die einzelnen nachgewiesenen Erreger Fall-übergreifend und
schließlich für jedes einzelne Tier mit positivem Erregernachweis dargestellt (Abschnitt 4.5.2–4.5.9).
4.5.1 Allgemeines
12 der 14 Hunde, in deren ZNS immunhistochemisch Antigen eines Erregers dargestellt werden konnte (93,8%), zeigten vorberichtlich zentralnervöse Symptome (Tier
Nr. 6, 11, 14, 20, 28, 32, 45, 48, 49, 50, 51, 52). Inwieweit die Art der klinischen Symptomatik mit dem Verteilungsmuster der histopathologischen Veränderungen im
ZNS korreliert, ist aufgrund des retrospektiven Charakters der Studie nur sehr ein-
103
4 ERGEBNISSE
geschränkt beurteilbar. Ein Hund (Tier Nr. 33) zeigte vorberichtlich keine zentralnervösen Symptome. Bei einem Hund standen keine vorberichtlichen Daten zur Verfügung (Tier Nr. 43).
In der überwiegenden Zahl der Fälle gelang der immunhistochemische Erregernachweis in einer der ZNS-Lokalisationen, die auch entzündliche Infiltrate aufwies.
In der Regel konnte aber nicht in allen entzündlich veränderten ZNS-Lokalisationen
Erreger-spezifisches Antigen nachgewiesen werden. Bei 12 (Tier Nr. 6, 11, 20, 28, 32,
43, 45, 48, 49, 50, 51, 52) dieser 14 Hunde fanden sich die Erreger-spezifischen Präzipitate innerhalb einer entzündlich veränderten ZNS-Lokalisation (85,7%). Bei einem
dieser 12 Hunde (Tier Nr. 11; 7,1% der 14 Hunde) fanden sich spezifische Präzipitate
ausschließlich außerhalb der am stärksten veränderten Region des ZNS. Bei 2 der 14
Hunde (14,3%) (Tier Nr. 14, 33) war der Erregernachweis ausschließlich außerhalb
der entzündlich veränderten Lokalisationen möglich. Bei keinem der Hunde wurden
spezifische Reaktionsprodukte in allen histopathologisch veränderten Regionen
nachgewiesen.
Immunhistochemisch wurde Erreger-spezifisches Antigen im ZNS von 13 Katzen
nachgewiesen. 8 (61,5%) der 13 Katzen, in deren ZNS immunhistochemisch Antigen
eines Erregers dargestellt werden konnte, zeigten vorberichtlich zentralnervöse
Symptome. 4 (30,8%) der 13 Katzen wiesen vorberichtlich keinerlei neurologische
Symptome auf (Tier Nr. 74, 82, 86, 90). Bei einer der 13 Katzen standen keine vorberichtlichen Daten zur Verfügung (Tier Nr. 84). Bei 8 von 13 Katzen (61,5%) wurden
spezifische Reaktionsprodukte innerhalb einer entzündlich veränderten ZNSLokalisation nachgewiesen (Tier Nr. 57, 62, 65, 74, 80, 82, 84, 90). Eine (Tier Nr. 71)
dieser 8 Katzen (8,3% der 13) wies dabei spezifische Präzipitate in allen histopathologisch veränderten Regionen auf. Bei 4 der 13 Katzen (33,3%) fanden sich spezifische
Reaktionsprodukte außerhalb der histopathologisch veränderten Bereiche des ZNS
(Tier Nr. 60, 66, 69, 86).
Ein Zusammenhang zwischen bestimmten Hunde- bzw. Katzenrassen, histopathologisch erfassten Läsionen und/oder bestimmten Erregern konnte nicht beobachtet
werden.
104
4 ERGEBNISSE
4.5.2 Nachweis von Porzinem Herpesvirus-1-Antigen
Bei einem 2 Jahre alten, männlichen kanadischen Schäferhund (Tier Nr. 6) mit vereinzelten neuronalen Nekrosen in den CA-Bereiche 1 und 2 des Ammonshorns und
einer geringgradigen, fokalen, lymphohistiozytären Polioenzephalitis im Gyrus parahippocampalis konnte PHV-1-Antigen im Bereich der entzündlichen Infiltrate in
Perikaryen von Neuronen nachgewiesen werden. Vorberichtlich zeigte der Hund
neben zunehmender Krampfneigung und Drangwandern chronisch-rezidivierenden
Durchfall, wobei im histopathologisch unveränderten Magen und Darm des Tieres
immunhistochemisch kein PHV-1-Antigen nachgewiesen werden konnte. In den histopathologisch unveränderten Regionen Kleinhirn, Stammhirn, Rückenmark und
im gesamten restlichen Großhirn fand sich kein PHV-1-Antigen.
4.5.3 Nachweis von Parvovirus-Antigen bzw. -DNA
4.5.3.1 Allgemeine Korrelationen
Alle Tiere (5 Hunde und eine Katze), in deren ZNS Parvovirus-Antigen bzw. 4 Hunde und eine Katze bei denen Parvovirus-DNA nachgewiesen wurde, waren juvenil
(2–6 Wochen) und zeigten vorberichtlich zentralnervöse Symptome (Tier Nr. 48, 49,
50, 51, 52, 71). Histologisch zeigten sich bei allen betroffenen Hunden eine gering- bis
mittelgradige, in einem Fall bis hochgradige (Tier Nr. 52) Vakuolisierung der weißen
Substanz und gering- bis mittelgradige, lymphohistiozytäre Infiltrate vor allem in
der Meninx. Einer der Hunde (Tier Nr. 49) wies fokal eine mittelgradige Leukoenzephalitis im Großhirn auf (Abb. 4.39). Bei 4 von 5 betroffenen Hunden waren periventrikulär in verschiedenen Bereichen des ZNS eine Ansammlung von Zellen mit
ovoidem bis rundlichem Zellkern vorhanden, bei denen es sich vermutlich um Spongioblasten handelt (Tier Nr. 48, 49, 50, 51). In diesen Zellen wurde mit Ausnahme eines Tieres (Tier Nr. 51) Parvovirus-Antigen, bei 2 Tieren (Tier Nr. 48, 49) auch Parvovirus-DNA nachgewiesen. Im histologisch unveränderten Herzen eines Hundes
konnte Parvovirus-Antigen bzw. –DNA im Zytoplasma und im Kern von Herzmuskelzellen nachgewiesen werden (Tier Nr. 52; Abb. 4.52 und 4.53).
Die Katze (Tier Nr. 71), in deren ZNS Parvovirus-Antigen bzw. –DNA nachgewiesen
wurde, zeigte im Gegensatz zu den histopathologischen Veränderungen der 5 Hun105
4 ERGEBNISSE
de eine geringgradige, lymphohistiozytäre Meningitis und Kleinhirnenzephalitis ohne Vakuolisierung.
Parvovirus-Antigen und –DNA wurden bei allen betroffenen Hunden und der Katze
häufig in entzündlich veränderten Bereichen nachgewiesen. Neuronen und Gefäßendothelzellen wiesen mittels Immunhistochemie und in-situ-Hybridisierung zellassoziierte Präzipitate in der Regel in nicht entzündlich veränderten ZNSLokalisationen auf. In der Regel wurde Parvovirus-DNA in gleichartigen Zellen wie
auch Parvovirus-Antigen nachgewiesen. Bei einem Hund fand sich ParvovirusAntigen jedoch keine Parvoviurs-DNA im ZNS.
4.5.3.2 Korrelationen bei den einzelnen Tieren
Alle 5 betroffenen Hunde sind Kretische Jagdhunde im Alter von 6 Wochen (Tier Nr.
48, 49, 50, 51, 52) und stammen aus einem Bestand, in dem vorberichtlich ParvovirusInfektionen beschrieben sind. Die Tiere Nr. 48 und 50 sind männlich, Tier Nr. 49 ist
weiblich, von den Tieren Nr. 51 und 52 ist das Geschlecht unbekannt. Klinisch zeigten alle Hunde hüpfende Bewegungen der Hinterhand sowie einen generalisierten
Tremor.
Tier Nr. 48 zeigte histopathologisch multifokal eine geringgradige, lymphohistiozytäre Meningitis, eine generalisierte gering- bis mittelgradige Vakuolisierung der weißen Substanz in Groß- und Kleinhirn sowie eine mittel- bis hochgradige Satellitose
mit Betonung der Schichten I und II der Großhirnrinde. Vereinzelt konnte im Zytoplasma von Makrophagen in der Meninx Parvovirus-Antigen und mittels in-situHybridisierung im Kern mehrerer, morphologisch gleichartiger Zellen in denselben
Lokalisationen Parvovirus-spezifische DNA nachgewiesen werden (analog zu Abb.
4.50). Periventrikukär im Bereich der Seitenventrikel waren histopathologisch fokal
Zellen mit ovoidem bis rundem Zellkern zu beobachten, bei denen es sich vermutlich
um Spongioblasten handelt. In diesen Zellen fand sich bei diesem Tier weder Parvovirus-spezifisches Antigen noch DNA. Mittels in-situ-Hybridisierung fand sich Parvovirus-DNA in den Perikaryen einzelner Purkinjezellen im Kleinhirn (analog zu
Abb. 4.48)und im Kern von Plexuszellen. Parvovirus-Antigen konnte in diesen Zellen
nicht nachgewiesen werden. In Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn und Kleinhirn
106
4 ERGEBNISSE
konnte kein Parvovirus-Antigen demonstriert werden. In Medulla oblongata und
Rückenmark, die histopathologisch lediglich eine Satellitose zeigten, konnte weder
Parvovirus-Antigen noch Parvovirus-spezifische DNA nachgewiesen werden.
Tier Nr. 49 zeigte histopathologisch periventrikulär im Großhirn im Bereich des Seitenventrikels fokal eine Ansammlung von Zellen mit ovoidem bis rundem Zellkern,
bei denen es sich vermutlich um Spongioblasten handelt. In diesen Zellen konnte in
Kern und Zytoplasma Parvovirus-spezifisches Antigen, im Kern zudem auch Parvovirus-spezifische DNA nachgewiesen werden (Abb. 4.44 und 4.45). Weiterhin wies
das Tier histopathologisch multifokal im gesamten Gehirn eine geringgradige,
lymphohistiozytäre Meningitis, fokal eine mittelgradige, gleichartige, parenchymatöse Enzephalitis in der weißen Substanz des Großhirns sowie eine generalisierte, geringgradige Satellitose im gesamten ZNS sowie eine geringgradige Vakuolisierung
der weißen Substanz vor allem im Großhirn auf (Abb. 4.39). Mittels Immunhistochemie konnte im Bereich des Kleinhirns im Zytoplasma vereinzelter Zellen, die
nicht eindeutig der Meninx oder der äußeren Körnerschicht zugeordnet werden
konnten, sowie im Kern und Zytoplasma von parenchymatösen Makrophagen des
Entzündungsgebietes im Großhirn Parvovirus-Antigen nachgewiesen werden. Mittels in-situ-Hybridisierung konnte multifokal in der Nähe der Meninx im Kern von
gleichartigen Zellen Parvovirus-spezifische DNA nachgewiesen werden. Reaktionen
in Makrophagen des Entzündungsgebietes blieben nach Durchführung der in-situHybridisierung aus. Weiterhin konnte in einer Zelle mit rundlichem Zellkern in der
Molekularschicht des Kleinhirns, bei der es sich vermutlich um einen Astrozyt handelt, bis in die Fortsätze hinein (analog zu Abb. 4.49) und im Ammonshorn in der
CA-1-Region im Zytoplasma einer Gefäßendothelzelle Parvovirus-Antigen nachgewiesen werden. Eine vergleichbare Reaktion in Kleinhirn und Ammonshorn blieb
mittels in-situ-Hybridisierung ebenfalls aus. In einem histopathologisch unveränderten Bereich der Großhirnrinde konnte fokal im Zytoplasma vereinzelter Pyramidenzellen mittels in-situ-Hybridisierung geringe Mengen Parvovirus-DNA nachgewiesen werden (Abb. 4.48). Weiterhin fand sich in einzelnen verschiedenartigen Zellen
in Körner- und Molekularschicht des Kleinhirns, bei denen es sich vermutlich um
Astrozyten und Mikrogliazellen/Makrophagen handelt, Parvovirus-spezifische
107
4 ERGEBNISSE
DNA. In derartigen Zellen konnte in dieser Lokalisation aber kein ParvovirusAntigen nachgewiesen werden. In Hals-, Brust- und Lendenmark, die histopathologisch ohne besonderen Befund waren, wurden bei der Untersuchung mittels in-situHybridisierung multifokal in der grauen Substanz Parvovirus-DNA in Gefäßendothelzellen sowie vereinzelt auch in Zellen innerhalb der Gefäße nachgewiesen. Eine vergleichbare Reaktion blieb mittels Immunhistochemie ebenfalls aus. In Mittelhirn und Medulla oblongata konnten weder mittels Immunhistochemie noch mittels
in-situ-Hybridisierung Parvovirus-spezifische Präzipitate beobacht
Tier Nr. 50 zeigte bei der histopathologischen Untersuchung eine gering- bis mittelgradige Vakuolisierung der weißen Substanz mit Betonung des Kleinhirns, eine
geringgradige, lymphohistiozytäre Meningitis hauptsächlich im Bereich des Kleinhirns sowie periventrikulär im Bereich des Seitenventrikels im Großhirn fokal eine
Ansammlung von Zellen mit ovoidem bis rundlichem Zellkern, bei denen es sich
vermutlich um Spongioblasten handelt. Im gesamten Gehirn des Hundes fand sich
keine Parvovirus-spezifische DNA. Im Zytoplasma der periventrikulär gelegenen
Zellen konnte Parvovirus-Antigen nachgewiesen werden (analog zu Abb. 4.44). Im
gesamten Ammonshorn, das histopathologisch unverändert war, konnte im Zytoplasma von Zellen, bei denen es sich vermutlich um Astrozyten handelt, ParvovirusAntigen demonstriert werden. Außerdem wiesen im Bereich des Kleinhirnes vereinzelte Zellen Parvovirus-Antigen spezifische Präzipitate auf, die nicht eindeutig der
Meninx oder der äußeren Körnerschicht zugeordnet werden konnten. In Mittelhirn,
Kleinhirn und Medulla oblongata, die histopathologisch keine entzündlichen Infiltrate aufwiesen, konnte kein Parvovirus-Antigen nachgewiesen werden. Das Rückenmark dieses Hundes wurde aufgrund des autolytischen Zustandes nicht untersucht.
Tier Nr. 51 zeigte histopathologisch eine multifokale, geringgradige lymphohistiozytäre Meningitis, multifokal im Gehirn vereinzelte, geringgradige, perivaskuläre,
lymphohistiozytäre Infiltrate, eine generalisierte, mittelgradige Satellitose sowie eine
generalisierte gering- bis mittelgradige, fokal hochgradige Vakuolisierung der weißen Substanz im gesamten ZNS (Abb. 4.38). Multifokal im Großhirn befanden sich
periventrikulär im Bereich des I., II. und III. Ventrikels und im Rückenmark um den
Zentralkanal gelegene Ansammlungen von Zellen, bei denen es sich vermutlich um
108
4 ERGEBNISSE
Spongioblasten handelt. In diesen Zellen wurde weder Parvovirus-Antigen noch DNA nachgewiesen. Dieses Tier zeigte im Stratum granulare des Kleinhirns und im
Gyrus dentatus bei der immunhistochemischen Untersuchung zum Nachweis von
Parvovirus-Antigen in einzelnen Makrophagen/Mikrogliazellen ein feingranuläres,
zytoplasmatisches Reaktionsprodukt. Mittels in-situ-Hybridisierung fand sich in
gleicher Lokalisation im Kern von Makrophagen/Mikrogliazellen sowie weiterhin in
Perikaryen einzelner Purkinjezellen Parvovirus-spezifische DNA. Außerdem konnte
mittels in-situ-Hybridisierung im Perikaryon einzelner Pyramidenzellen (analog zu
Abb. 4.48) und im Kern verschiedenartiger Zellen im Lobus frontalis, bei denen es
sich vermutlich um Astrozyten und Mikrogliazellen /Makrophagen handelt, Parvovirus-spezifische DNA nachgewiesen werden. In Mittelhirn, Medulla oblongata und
Rückenmark konnte mittels immunhistochemischer Untersuchung kein ParvovirusAntigen nachgewiesen werden. Weder in Großhirn, Mittelhirn, Medulla oblongata
noch Rückenmark konnte Parvovirus-spezifische DNA demonstriert werden.
Bei Tier Nr. 52 zeigte sich multifokal eine geringgradige, lymphohistiozytäre Meningitis und im Bereich der kaudalen Regionen des Großhirns eine gering- bis mittelgradige, parenchymatöse, lymphohistiozytäre Enzephalitis mit Betonung der weißen Substanz. Weiterhin fand sich eine generalisierte, mittel- bis hochgradige Vakuolisierung der weißen Substanz mit Betonung der kaudalen Regionen des Großhirns
(analog zu Abb. 4.38) und lediglich vereinzelten Vakuolen im Rückenmark. Im gesamten ZNS zeigte sich eine mittelgradige Satellitose. Multifokal wurden periventrikulär im Großhirn Ansammlungen von Zellen beobachtet, bei denen es sich vermutlich um Spongioblasten handelt. In diesen Zellen fand sich weder ParvovirusAntigen noch –DNA. Im Kleinhirn, überwiegend im Mark, konnte zytoplasmatisch
in Makrophagen/Mikrogliazellen, in Großhirn und Ammonshorn multifokal in vereinzelten Zellen, bei denen es sich vermutlich um Astrozyten handelt und im Bereich
des Kleinhirns multifokal auch Zellen, die nicht eindeutig der Meninx oder der äußeren Körnerschicht zuzuordnen waren, Parvovirus-Antigen nachgewiesen werden.
Mittels in-situ-Hybridisierung konnte in allen Schichten des Kleinhirns multifokal, im
Großhirn vereinzelt im Kern von Makrophagen/Mikrogliazellen und Zellen mit ovoidem Zellkern Parvovirus-spezifische DNA nachgewiesen werden. Im Ammons-
109
4 ERGEBNISSE
horn blieb eine der Immunhistologie vergleichbare Reaktion in der in-situHybridisierung aus. Im Rückenmark des Tieres konnte lediglich in der grauen Substanz des nicht entzündlich veränderten Halsmarkes in Kapillarendothelzellen sowie
vereinzelt auch in Zellen innerhalb der Gefäße Parvovirus-DNA nachgewiesen werden. Weder in Hals-, Brust- noch Lendenmark konnte Parvovirus-Antigen nachgewiesen werden. Im histopathologisch unveränderten Herz konnte im Kern und Zytoplasma einzelner Herzmuskelzellen Parvovirus-Antigen, in multiplen Herzmuskelzellen Parvovirus-DNA nachgewiesen werden (Abb. 4.52 und 4.53). In den histopathologisch unveränderten Organen Lunge, Leber und Niere konnten mittels immunhistochemischer Untersuchung und in-situ-Hybridisierung keine Parvovirusspezifischen Präzipitate beobachtet werden.
Die betroffene, 14 Tage alte, weibliche Europäisch Kurzhaar-Katze (Tier Nr. 71) zeigte vorberichtlich akute Krampfanfälle, einen ataktischen Gang und Kopfwackeln. Es
bestand Kontakt zu einem Hund mit ähnlichen Symptomen. Histologisch zeigte sich
eine gering- bis mittelgradige, multifokale, lymphoplasmahistiozytäre Meningitis
(Abb. 4.40) und Kleinhirnenzephalitis; Großhirn, Mittelhirn, Stammhirn und Rückenmark waren nicht entzündlich verändert. Parvovirus-Antigen und –DNA wurden dabei unabhängig vom Entzündungsgebiet multifokal in vielen verschiedenen
Zellarten nachgewiesen (Abb. 4.41, 4.42 und 4.43). Im gesamten Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn, Kleinhirn, Medulla oblongata sowie in grauer und weißer Substanz
des Rückenmarkes fanden sich im Kern und im Zytoplasma zahlreicher, verschiedenartiger Neuronen sowohl Parvovirus-Antigen als auch –DNA (Abb. 4.41, 4.46
und 4.47). Ebenso betroffen waren Kern und Zytoplasma von perivaskulären
Makrophagen, Makrophagen in der Meninx (Abb. 4.50) und verschiedenartige Zellen, bei denen es sich vermutlich um Astrozyten und Mikrogliazellen/Makrophagen
handelt. Die Reaktion im Kleinhirn war in der Körnerschicht und in der äußeren
Körnerschicht am stärksten ausgeprägt (Abb. 4.42, 4.43 und 4.51). Außerdem fand
sich Parvovirus-Antigen und –DNA im Zytoplasma von Ependymzellen und multifokal zytoplasmatisch in Kapillarendothelzellen (Abb. 4.50). Im histologisch unveränderten Darm der Katze konnte sowohl Parvovirus-Antigen als auch –DNA nachgewiesen werden.
110
4 ERGEBNISSE
4.5.4 Nachweis von West Nile-Virus-Antigen bzw. -RNA
4.5.4.1 Allgemeine Korrelationen
Im ZNS von 5 Hunden und 4 Katzen konnten mittels Immunhistochemie West NileVirus-spezifische Präzipitate erzeugt werden (Tier Nr. 11, 28, 32, 43, 45, 57, 62, 69,
80). Bei keinem der 5 Hunde und 4 Katzen konnte mittels RT-PCR in ZNS oder Niere
WNV-spezifische RNA nachgewiesen werden (Abb. 4.64, 4.65, 4.66, 4.67). Ein Hund
(Tier Nr. 11) und eine Katze (Tier Nr. 80) wiesen auch bei der immunhistochemischen Untersuchung zum Nachweis von EMCV-Antigen spezifische Präzipitate auf
(s. auch Abschnitt 4.5.7). Alle betroffenen Hunde und Katzen waren adult (1–9 Jahre).
Von einer Katze war das Alter nicht bekannt. Alle betroffenen Tiere zeigten vorberichtlich zentralnervöse Symptome. 4 der 5 Hunde zeigten histopathologisch eine
granulomatöse Entzündung im ZNS (Tier Nr. 11, 28, 32, 43). In 3 dieser 4 Fälle waren
die Veränderungen hochgradig und multifokal im gesamten ZNS verteilt (Tier Nr.
28, 32, 43). Einmal fand sich eine hochgradige, multifokale, lymphohistiozytäre Enzephalitis in der grauen Substanz von Groß- und Kleinhirn assoziiert mit einer großflächigen Malazie im Ammonshorns (Tier Nr. 45). 2 der 4 betroffenen Katzen zeigten
histopathologisch eine pyogranulomatöse Entzündung im ZNS (Tier Nr. 57, 80). In
einem der 4 Fälle bei der Katze (Tier Nr. 62) lag ein lymphozytärer Entzündungstyp
vor, in einem Fall (Tier Nr. 69) eine fibrinös-eitrige Entzündung mit hochgradigen
neuronalen Nekrosen in der Großhirnrinde. Zusammengefasst wiesen Hunde und
Katzen, die bei der immunhistochemischen Untersuchung zum Nachweis von WNVAntigen verdächtige Reaktionen zeigten, in 77,8% der Fälle einen granulomatösen
oder pyogranulomatösen Entzündungstyp auf. WNV-spezifische Präzipitate fanden
sich dabei mit Ausnahme einer Katze (Tier Nr. 69) immer auch in entzündlich veränderten Regionen des ZNS. Häufig fanden sich WNV-spezifische Reaktionen in Neuronen und/oder Makrophagen/Mikrogliazellen auch außerhalb der entzündlich
veränderten ZNS-Lokalisationen. In der Regel wiesen die Tiere bei Verwendung des
anti-NSP-1-Antikörpers wesentlich stärker ausgeprägte Präzipitate auf, als nach Anwendung des anti-MEP-E-Antikörpers.
111
4 ERGEBNISSE
4.5.4.2 Korrelationen bei den einzelnen Tieren
Bei einem 7 Jahre alten, männlichen Landseer (Tier Nr. 11) mit vorberichtlicher Ataxie, progressiver Erblindung und Kopfscheuheit wurde histopathologisch eine mittelgradige, multifokale, lymphohistiozytäre bis granulomatöse, periventrikulär im
Großhirn und multifokal in der Medulla oblongata akzentuierte Meningoenzephalitis beobachtet (s. auch Abschnitt 4.5.7). Im Gehirn dieses Hundes traten bei der Untersuchung mit dem anti-MEP-E-Antikörper innerhalb des Entzündungsgebietes in
einem nicht näher zu bestimmenden Kerngebiet der Medulla oblongata in den Perikaryen vereinzelter Neuronen sowie im Zytoplasma vereinzelter Makrophagen/Mikrogliazellen in entzündlich veränderten Bereichen im Mittelhirn feingranuläre Präzipitate auf. Die Untersuchung des ZNS mit dem anti-NSP-1-Antikörper erbrachte keine spezifischen Reaktionen. In den histopathologisch unveränderten Organen Niere, Herz, Leber, Lunge und Thymus des Hundes traten bei Verwendung
beider anti-WNV-Antikörper keine spezifischen Präzipitate auf.
Im ZNS eines 4 Jahre alten, weiblichen West Highland White Terriers (Tier Nr. 28),
der vorberichtlich eine Ataxie und Kopfschiefhaltung zeigte und einem plötzlichen
Atemstillstand erlag, fand sich eine hochgradige, multifokale, granulomatöse, teils
nekrotisierende Meningoenzephalitis. Nach immunhistochemischer Untersuchung
unter Verwendung beider WNV-spezifischer Antikörper wurde im Zytoplasma zahlreicher (anti-MEP-E-Antikörper) bzw. vereinzelter (anti-NSP-1-Antikörper) Pyramidenzellen der Bereiche CA-1 und -2 des nicht entzündlich veränderten Ammonshorns und multipler Makrophagen/Mikrogliazellen im Entzündungsgebiet des Mittelhirnes, der Pons und des Rückenmarkes eine feingranuläre Reaktion beobachtet
(analog zu Abb. 4.56). In den nicht entzündlich veränderten Organen Niere, Herz,
Leber und Milz dieses Hundes blieben bei der immunhistochemischen Untersuchung mit beiden anti-WNV-Antikörpern spezifische Reaktionen aus.
Ein 9-jähriger, männlicher Collie (Tier Nr. 32), der vorberichtlich eine Verhaltensänderung, Schwäche und Drangwandern zeigte, zeigte histopathologisch eine periventrikulär betonte, hochgradige, granulomatöse Panenzephalitis im Großhirn und
eine geringgradige, fokale, lymphoplasmazelluläre Meningitis im Lobus parietalis.
Bei der immunhistochemischen Untersuchung mittels beider anti-WNV-Antikörper
112
4 ERGEBNISSE
fanden sich in einem nicht näher zu bestimmenden Teil des vorderen Großhirns, der
keine entzündlichen Infiltrate aufwies multifokal feingranuläre Präzipitate im Zytoplasma zahlreicher Pyramidenzellen. Außerdem zeigten bei der Inkubation mit dem
anti-NSP-1-Antikörper zahlreiche Makrophagen/Mikrogliazellen sowohl in entzündlich veränderten als auch in nicht entzündlich veränderten Gebieten im vorderen Großhirn zytoplasmatische Reaktionen (analog zu Abb. 4.56). Eine gleichartige
Reaktion blieb bei Verwendung des anti-MEP-E-Antikörpers aus. In den histopathologisch autolytisch erscheinenden, aber nicht entzündlich veränderten Organen Niere, Leber, Lunge und Lymphknoten dieses Hundes konnten nach der Untersuchung
mit beiden anti-WNV-Antikörpern keine spezifischen Reaktionsprodukte beobachtet
werden.
Bei Tier Nr. 43, einem 3 Jahre alten, weiblichen Hund unbekannter Rasse, dessen klinische Daten nicht zur Verfügung standen, zeigte sich histopathologisch eine hochgradige, multifokale, granulomatöse Enzephalomyelitis mit Betonung des Hirnstamms und der grauen Substanz des Rückenmarkes. Im Mittelhirn zeigten sich multifokal geringgradige, perivaskuläre, lymphohistiozytäre Infiltrate und eine hochgradige Gliose und Satellitose. Weiterhin traten multifokal geringgradige Malazieherde und eine fokale, lymphohistiozytäre Radikuloneuritis auf. Im Entzündungsgebiet des Nucleus caudatus dieses Tieres fand sich unter Verwendung beider antiWNV-Antikörper fokal eine homogene bis feingranuläre Reaktion im Zytoplasma
von Zellen, bei denen es sich vermutlich um Mikrogliazellen/Makrophagen handelt
(Abb. 4.56). Bei Verwendung des anti-NSP-1-Antikörpers fanden sich des Weiteren
zytoplasmatische Präzipitate in vereinzelten perivaskulären Makrophagen und kleinen Neuronen im Nucleus caudatus sowie auch in nicht entzündlich veränderten
Regionen im vorderen Großhirn. Nach Anwendung beider Antikörper wiesen im
histopathologisch unveränderten Lobus parietalis fokal mehrere Pyramidenzellen
ein granuläres zytoplasmatisches Präzipitat auf. Weiterhin fanden sich bei Verwendung des anti-NSP-1-Antikörpers fokal im Perikaryon einer Pyramidenzelle der CA1-Region des nicht entzündlich veränderten Ammonshorns und in Neuronen der
entzündlich infiltrierten ventralen Kerngebieten der Medulla oblongata spezifische
Reaktionsprodukte. Diese Reaktionen wurden bei Anwendung des anti-MEP-E-
113
4 ERGEBNISSE
Antikörpers nicht beobachtet. Spezifische Präzipitate in den histopathologisch unveränderten Organen Niere, Leber, Herz, Milz und Darm blieben bei der Untersuchung mittels beider anti-WNV-Antikörper aus.
Bei einem 5-jährigen, männlichen Chihuahua mit vorberichtlich bekannten Krampfanfällen (Tier Nr. 45), wurde histopathologisch eine hochgradige, multifokale,
lymphohistiozytäre Enzephalitis in der grauen Substanz von Groß- und Kleinhirn
mit großflächiger Malazie im Ammonshorn nachgewiesen. Nach Inkubation mit beiden anti-WNV-Antikörpern wiesen zahlreiche Gitterzellen innerhalb des malazischen Bereiches spezifische zytoplasmatische Präzipitate auf. In der gesamten Großhirnrinde – auch in nicht entzündlich veränderten Bereichen – zeigten sich nach Inkubation mit dem anti-NSP-1-Antikörper multifokal WNV-spezifische Reaktionen
vor allem im Kern und teilweise im Zytoplasma zahlreicher Pyramidenzellen (Abb.
4.58). Diese Reaktionen blieben bei Verwendung des anti-MEP-E-Antikörpers aus.
Zahlreiche Zellen mit ovoidem Zellkern, bei denen es sich vermutlich um Mikrogliazellen/Makrophagen handelt, multifokal sowohl in entzündlich veränderten als
auch in nicht veränderten Lokalisationen von Großhirn und Ammonshorn sowie im
histopathologisch unveränderten Mittelhirn wiesen nach Anwendung des anti-NSP1-Antikörpers zusätzlich eine zytoplasmatische Reaktion auf (analog zu Abb. 4.56).
In derartigen Zellen fanden sich nach Anwendung des anti-MEP-E-Antikörpers keine WNV-spezifischen Präzipitate. Histologische Organveränderungen außerhalb des
ZNS bestanden in einer akut nekrotisierenden Pankreatitis und einer geringgradigen,
lymphohistiozytären Hepatitis. Die Niere war histologisch unverändert. Bei Verwendung des anti-NSP-1-Antikörpers wies das Zytoplasma zahlreicher Tubulusepithelzellen der Niere und Makrophagen/Kupfferscher Sternzellen ein feingranuläres Präzipitat auf (Abb. 4.62 und 4.63). Nach Anwendung des anti-NSP-1Antikörpers zeigte multifokal auch das Zytoplasma von Makrophagen und
neutrophilen Granulozyten im Pankreas eine feingranuläre Reaktion. Vereinzelte
Tubulusepithelzellen wiesen nach Inkubation mit dem anti-MEP-E-Antikörper ein
feingranuläres, zytoplasmatisches Präzipitat auf.
Bei einer weiblichen Europäisch Kurzhaar Katze unbekannten Alters (Tier Nr. 57)
wurde histopathologisch eine mittelgradige, generalisierte, pyogranulomatöse Cho-
114
4 ERGEBNISSE
rioiditis und eine multifokale bis konfluierende, pyogranulomatöse, periventrikuläre
Enzephalitis im Großhirn im Bereich des Seitenventrikels und des III. Ventrikels mit
mittelgradiger, perifokaler Malazie festgestellt. Vorberichtlich waren zentrale Blindheit, Manegebewegungen, Drangwandern, Hypermetrie, ein erhöhtes Gesamteiweiß
und Symptome des Katzenschnupfenkomplexes bekannt. Im Gehirn dieser Katze
wiesen nach Verwendung beider Antikörper zahlreiche neutrophile Granulozyten
und vereinzelte Makrophagen im Plexus chorioideus sowie periventrikulär im
Großhirn im Bereich von Seitenventrikel und III. Ventrikel feingranuläre, zytoplasmatische Präzipitate auf (Abb. 4.54 und 4.55). Nach Anwendung des anti-NSP-1Antikörpers zeigte sich vereinzelt in den Perikaryen kleiner Neuronen und im Zytoplasma verschiedenartiger Zellen derselben Gehirnregion und multifokal in Großhirn, Ammonshorn und Mittelhirn – auch außerhalb des entzündlich veränderten
Bereiches – bei denen es sich vermutlich um Astrozyten und Mikrogliazellen handelt, ein feingranuläres Reaktionsprodukt (analog zu Abb. 4.57). In den histologisch
unveränderten Regionen Kleinhirn und Medulla oblongata konnte nach Inkubation
mit beiden Antikörpern kein WNV-Antigen nachgewiesen werden. In den histopathologisch unveränderten Organen Niere, Leber, Herz und Milz des Tieres fand
sich nach Inkubation mit beiden Antikörpern kein WNV-Antigen.
Bei einer 1-jährigen, weiblichen Katze unbekannter Rasse (Tier Nr. 62), bei der vorberichtlich nicht näher beschriebene zentralnervöse Störungen auftraten, ist histopathologisch eine gering- bis mittelgradige Poliomeningoenzephalitis mit hochgradiger
Vakuolisierung der weißen Substanz des Großhirns und hochgradigen, generalisierten neuronalen Nekrosen in allen Schichten der Großhirnrinde mit Betonung der
Schicht III festgestellt worden. Zellen, bei denen es sich vermutlich um Astrozyten
handelt und perivaskuläre Makrophagen im Entzündungsgebiet im Lobus parietalis
und am Übergang zum Lobus occipitalis wiesen nach Anwendung beider anti-WNVAntikörper multifokal feingranuläre, zytoplasmatische Präzipitate auf. Zusätzlich
traten nach Inkubation mit dem anti-NSP-1-Antikörper in den gleichen Bereichen
feingranuläre Reaktionen im Zytoplasma von Pyramidenzellen und perivaskulären
Makrophagen auf. In nicht entzündlich veränderten Lokalisationen des ZNS konnten
mit beiden WNV-spezifischen Antikörpern keine Reaktionen beobachtet werden. In
115
4 ERGEBNISSE
Herz, Leber und Lunge konnten nach Anwendung beider Antikörper keine WNVspezifischen Reaktionsprodukte beobachtet werden. Von diesen Organen war lediglich die Leber geringgradig lymphoplasmazellulär infiltriert. Die histopathologisch
unveränderte Niere wies nach Inkubation mit dem anti-MEP-E-Antikörper multifokal ein feingranuläres Präzipitat in Glomerula auf (Abb. 4.60). Bei Verwendung des
anti-NSP-1-Antikörpers fanden sich in der Niere keine spezifischen Präzipitate.
Eine 3,5 Jahre alte, weibliche Perser-Katze (Tier Nr. 69) zeigte vorberichtlich plötzlich
Aggressivität und Speichelfluss. Im ZNS dieser Katze zeigte sich histopathologisch
eine hochgradige, fokale, fibrinös-eitrige Meningitis, hochgradige meningeale Blutungen und hochgradige, laminäre, neuronale Nekrosen im den Bereiche CA-1 und 2
des Ammonshorns. WNV-spezifische Präzipitate im ZNS und in der Niere wurden
bei diesem Tier immer in histologisch unveränderten Lokalisationen beobachtet.
Nach Inkubation mit dem anti-NSP-1-Antikörper zeigten zahlreiche Zellen in der
Medulla oblongata, bei denen es sich um Astrozyten oder Oligodendrozyten handeln
könnte, eine feingranuläre, zytoplasmatische Reaktion bis in die Fortsätze hinein. Bei
Verwendung des anti-MEP-E-Antikörpers war diese Reaktion weniger stark ausgeprägt. Bei Verwendung des anti-NSP-1-Antikörpers wiesen zusätzlich einzelne große
Neuronen in der Medulla oblongata, sowie Zellen in der weißen Substanz von Großund Kleinhirn sowie im Mittelhirn, bei denen es sich vermutlich um Mikrogliazellen/Makrophagen handelt, ein feingranuläres, zytoplasmatisches Präzipitat auf. Außerhalb des ZNS zeigten sich entzündliche Veränderungen in der Leber und in der
Niere in Form einer geringgradigen, multifokalen, gemischtzelligen Hepatitis und
einer mittelgradigen, interstitiellen, lymphohistiozytären Nephritis. Die Niere wies
nach Anwendung beider Antikörper multifokal eine feingranuläre Reaktion im Zytoplasma von Makrophagen auf. Nach Inkubation mit dem anti-MEP-E-Antikörper
zeigten sich weiterhin feingranuläre Präzipitate in einem Glomerulum (analog zu
Abb. 4.60). Die histopathologisch unveränderten Organe Herz, Lymphknoten und
Lunge sowie die entzündlich veränderte Leber des Tieres wiesen nach Anwendung
beider anti-WNV-Antikörper keine spezifischen Reaktionsprodukte auf.
Im ZNS einer adulten, männlichen Katze unbekannter Rasse (Tier Nr. 80), mit vorberichtlichen Koordinationsstörungen, röntgenologisch verdichteter Lunge und übel
116
4 ERGEBNISSE
riechendem Nasenausfluss, konnte histopathologisch eine hochgradige, multifokale,
pyogranulomatöse Enzephalitis mit Betonung des Stammhirns, eine pyogranulomatöse Meningitis sowie multifokal Anschnitte von Nematodenlarven demonstriert
werden (s. auch Abschnitt 4.5.7). Zahlreiche neutrophile Granulozyten und weniger
ausgeprägt auch Zellen mit ovoidem bis rundlichen Zellkern im Entzündungsgebiet
im Hypothalamus und im Kleinhirnarm wiesen bei diesem Tier bei Verwendung des
anti-MEP-E-Antikörpers eine feingranuläre, zytoplasmatische Reaktion auf. Nach
Inkubation mit dem anti-NSP-1-Antikörper konnten in Neuronen und verschiedenartigen Zellen im entzündlich veränderten Bereich der Nuclei intermedius und dentatus,
bei
denen
es
sich
vermutlich
um
Astrozyten
und
Mikrogliazel-
len/Makrophagen handelt, feingranuläre, zytoplasmatische Präzipitate beobachtet
werden (Abb. 4.59). In neutrophilen Granulozyten blieben spezifische Reaktionen bei
Verwendung des anti-NSP-1-Antikörpers aus. Außerhalb des ZNS fand sich histopathologisch eine hochgradige, granulomatöse Pneumonie mit Ausbildung von
Lungenwurmknötchen sowie eine hochgradige, interstitielle, granulomatöse Nephritis. Das Zytoplasma zahlreicher Makrophagen in der entzündlich veränderten Niere
wies bei Anwendung beider Antikörper ein granuläres Präzipitat auf. Nach Inkubation mit dem anti-MEP-E-Antikörper zeigten sich zusätzlich multifokal feingranuläre
Präzipitate in Glomerula (Abb. 4.61). In den histologisch unveränderten Organen Leber und Pankreas wie auch in der entzündlich veränderten Lunge konnte bei Anwendung beider Antikörper kein WNV-spezifisches Antigen nachgewiesen werden.
4.5.5 Nachweis von felinem Infektiöse Peritonitis-Virus-Antigen
4.5.5.1 Allgemeine Korrelationen
FIP-Virus-Antigen wurde bei 2 Europäisch Kurzhaar-Katzen und einer Katze unbekannter Rasse im ZNS nachgewiesen (Tier Nr. 74, 84, 90). Es waren alle Altersgruppen vertreten. In allen 3 Fällen wurde FIP-Virus-Antigen in entzündlich veränderten
ZNS-Lokalisationen nachgewiesen. Keine der 3 Katzen wies eine pyogranulomatöse
Entzündung auf, stattdessen fanden sich bei 2 Katzen (Tier Nr. 74, 90) gemischtzellige und bei einer Katze lymphohistiozytäre Infiltrate (Tier Nr. 84). Eines der 3 Tiere
lies ein Oberflächen-Assoziiertes Verteilungsmuster der Läsionen erkennen (Tier Nr.
90). 2 der 3 Katzen (Tier Nr. 74, 90) zeigten vorberichtlich keine spezifischen zentral117
4 ERGEBNISSE
nervösen Symptome, von einem der 3 Tiere (Tier Nr. 84) standen keine vorberichtlichen Angaben zur Verfügung.
4.5.5.2 Korrelationen bei den einzelnen Tieren
Bei einer 1,5 Jahre alten, männlichen Europäisch Kurzhaar-Katze (Tier Nr. 74), von
der keine vorberichtlichen Daten vorhanden waren, zeigte sich histopathologisch eine mittelgradige, lymphohistiozytäre Leukoenzephalitis. FIP-Virus-Antigen konnte
im ZNS im Zytoplasma mehrerer Makrophagen im Entzündungsgebiet nachgewiesen werden. In Lunge und Lymphknoten sowie auf dem Peritoneum, die histopathologisch alle mittelgradige, gemischtzellige Infiltrate aufwiesen, wurde im Zytoplasma einzelner Makrophagen ebenfalls FIP-Virus-Antigen nachgewiesen. In den entzündlich infiltrierten Organen Herz, Leber, Niere, Darm und Auge konnte kein FIPVirus-Antigen dargestellt werden.
Bei einem 5 Jahre alten Kater unbekannter Rasse (Tier Nr. 84) mit geringgradiger,
multifokaler, gemischtzelliger Meningoenzephalitis konnte FIP-Virus-Antigen in
vereinzelten Makrophagen im Plexus chorioideus demonstriert werden. Dieses Tier
zeigte vorberichtlich eine Hepatitis, blutigen Durchfall und Dyspnoe und keine zentralnervösen Symptome. In den nicht entzündlich veränderten Organen Herz, Lunge,
Niere, Milz und Lymphknoten sowie in der geringgradig entzündlich infiltrierten
Leber war mittels Immunhistochemie kein FIP-Virus-Antigen nachweisbar.
Außerdem fanden sich in der immunhistochemischen Untersuchung FIP-Virusspezifische Präzipitate bei einem 6 Monate alten Europäisch Kurzhaar-Kater (Tier
Nr. 90), der von Welpenalter an teilweise apathisch war und Fieberschübe hatte. Histologisch zeigte sich im ZNS eine hochgradige, multifokale, gemischtzellige Meningitis, eine hochgradige, generalisierte, gemischtzellige Chorioiditis im IV. Ventrikel
und eine geringgradige, fokale, periventrikuläre, gemischtzellige Enzephalitis im
Kleinhirn, wobei in zahlreichen Makrophagen in der Meninx und im Plexus chorioideus FIP-Virus-Antigen nachgewiesen werden konnte (Abb. 4.71). Weder in den
nicht entzündlich veränderten Organen Lunge, Pankreas, Leber, Niere und Lymphknoten noch in den geringgradig entzündlich infiltrierten Organen Herz und Darm
des Tieres konnte FIP-Virus-Antigen nachgewiesen werden.
118
4 ERGEBNISSE
4.5.6 Nachweis von kaninem Parainfluenzavirus-Antigen
Bei einem 9 Jahre alten, männlichen Collie (Tier Nr. 32), der vorberichtlich eine Verhaltensänderung, Schwäche und Drangwandern, deren Dauer nicht angegeben war,
zeigte, wurde histopathologisch eine hochgradige, periventrikuläre, granulomatöse
Meningoenzephalitis diagnostiziert (Abb. 4.13). Immunhistochemisch konnte kanines Parainfluenzavirus-Antigen im Zytoplasma vereinzelter Makrophagen innerhalb
des Entzündungsgebietes im ZNS nachgewiesen werden (Abb. 4.69). Des Weiteren
konnte weder im ZNS noch in den nicht entzündlich veränderten Organen Niere,
Leber, Lunge und Lymphknoten dieses Hundes CPIV-Antigen nachgewiesen werden.
4.5.7 Nachweis von Enzephalomyokarditisvirus-Antigen
4.5.7.1 Allgemeine Korrelationen
Im ZNS von 4 Hunden (Tier Nr. 11, 14, 20, 33) unterschiedlicher Rasse im Alter von 4
Monaten bis 8 Jahren und 4 Katzen (Tier Nr. 60, 65, 80, 86) (2 Europäisch KurzhaarKatzen, eine Perser-Katze und eine Katze unbekannter Rasse) im Alter von 8 Wochen
bis 10 Jahren konnten mittels Immunhistochemie EMCV-spezifische Präzipitate im
ZNS nachgewiesen werden (analog zu Abb. 4.72, 4.73 und 4.74). Dabei wiesen ein
Hund (Tier Nr. 11) und eine Katze (Tier Nr. 80) auch bei der immunhistochemischen
Untersuchung zum Nachweis von WNV-Antigen spezifische Präzipitate auf (s. auch
Abschnitt 4.5.4). 75% der Tiere mit EMCV-spezifischen Reaktionen im ZNS [3 der 4
Hunde (Tier Nr. 11, 14, 20) und 3 der 4 Katzen (Tier Nr. 60, 65, 80)] zeigten vorberichtlich zentralnervöse Störungen. Weder bei Hunden noch bei Katzen konnte eine
Korrelation von Rasse, Alter oder veränderter ZNS-Lokalisation mit dem Nachweis
von EMCV-Antigen im ZNS festgestellt werden. Ebenso konnte kein spezifisches
Verteilungsmuster der histopathologischen Veränderungen im ZNS beobachtet werden. 3 der 4 Hunde zeigten zumindest teilweise einen granulomatösen Entzündungstyp (Tier Nr. 11, 14, 20). 2 der 4 Katzen wiesen gemischtzellige bzw. pyogranulomatöse Infiltrate auf (Tier Nr. 65, 80). Die anderen betroffen Tiere zeigten einen
lymphohistiozytären Entzündungstyp. Bei 3 der 4 Katzen (Tier Nr. 60, 80, 86) und bei
einem der 4 Hunde (Tier Nr. 33) wurde zusätzlich eine Pneumonie bzw. Bronchitis
119
4 ERGEBNISSE
beobachtet, wobei die Lunge des Hundes und von 2 der 3 Katzen (Tier Nr. 80, 86)
immunhistochemisch auf EMCV-Antigen untersucht werden konnte. Bei beiden Katzen wurden feingranuläre EMCV-spezifische Präzipitate in den peribronchialen Drüsen nachgewiesen (analog zu Abb. 4.75). Der Hund mit Pneumonie wies bei der immunhistochemischen Untersuchung keine EMCV-spezifischen Präzipitate in der
Lunge auf.
4.5.7.2 Korrelationen bei den einzelnen Tieren
Im ZNS eines 7 Jahre alten, männlichen Landseer-Hundes (Tier Nr. 11) mit vorberichtlicher Ataxie, progressiver Erblindung und Kopfscheuheit wurde histopathologisch eine mittelgradige, multifokale, lymphohistiozytäre bis granulomatöse, periventrikulär im Großhirn und multifokal in der Medulla oblongata akzentuierte Meningoenzephalitis beobachtet (s. auch Abschnitt 4.5.4). Bei der immunhistochemischen Untersuchung zum Nachweis von EMCV-Antigen mittels des Antikörpers
mab 4F3 konnten außerhalb des entzündlich veränderten Bereiches vorwiegend direkt submeningeal in Schicht I der Großhirnrinde längere sowie innerhalb der entzündlich veränderten Lokalisation periventrikulär gelegene, kurze, feingranuläre,
zum Teil netzartig verflochtene Präzipitate in Fortsätzen von Zellen. Bei denen es
sich vermutlich um Astrozyten handelt, beobachtet werden (Abb. 4.74). In Ammonshorn, Mittelhirn, Kleinhirn und Medulla oblongata traten keine EMCV-spezifischen
Präzipitate auf. Die Organe Niere, Herz, Leber, Lunge und Thymus des Hundes zeigten histopathologisch lediglich eine Hyperämie und wurden nicht immunhistochemisch untersucht. Eine immunhistochemische Untersuchung unter Verwendung der
anti-EMCV-Antikörper mab 3E5 und 4E4 wurde nicht durchgeführt.
Bei einem 8 Jahre alten, männlichen West Highland White Terrier (Tier Nr. 14), der
vorberichtlich Ataxie, eine schmerzhafte Halswirbelsäule und Unruhe zeigte wurde
histopathologisch eine mittel- bis hochgradige, multifokale, lymphoplasmazelluläre
teils granulomatöse Meningoenzephalitis in Großhirn, Mittelhirn, Kleinhirn und
Medulla oblongata mit fokaler Beteiligung des Ammonshorns festgestellt. Immunhistochemisch konnte beim Nachweis von EMCV-Antigen fokal in einem nicht näher
zu bestimmenden Kerngebiet im Hypothalamus ohne entzündliche Infiltrate im Zytoplasma mehrerer Neuronen ein granuläres DAB-Präzipitat nachgewiesen werden
120
4 ERGEBNISSE
(Abb. 4.72). In Großhirn, Ammonshorn, Kleinhirn, Medulla oblongata und Rückenmark des Tieres konnten keine EMCV-spezifischen Präzipitate beobachtet werden.
Organe des Tieres wurden nicht auf das Vorhandensein von EMCV-Antigen untersucht.
Im ZNS einer 4 Monate alten, männlichen Bordeaux-Dogge (Tier Nr. 20) mit vorberichtlich bekannten epileptoiden Anfällen wurde eine hochgradige, konfluierende,
granulomatöse Enzephalitis in Kleinhirn und Medulla oblongata mit fokaler Beteiligung der Meninx diagnostiziert. Immunhistochemisch konnten bei der Untersuchung auf das Vorhandensein von EMCV-Antigen bei Verwendung des anti-EMCVAntikörpers mab 4F3 in der Immunhistochemie in der Medulla oblongata am Überganges zum Kleinhirnstiel im Zytoplasma zahlreicher Makrophagen im Entzündungsgebiet und in den Perikaryen vereinzelter kleiner Neuronen spezifische DABPräzipitate nachgewiesen werden. In Großhirn, Ammonshorn und Mittelhirn konnten keine EMCV-spezifischen Präzipitate beobachtet werden. Die Organe des Tieres
wurden nicht auf das Vorhandensein von EMCV-Antigen untersucht. Eine Immunhistochemie unter Verwendung der anti-EMCV-Antikörper mab 3E5 und 4E4 wurde
nicht durchgeführt.
Eine 2,5 Jahre alte Entlebucher Sennenhündin (Tier Nr. 33) mit vorberichtlich bekannter Anämie, Fieber und Dyspnoe mit mukopurulentem Nasenausfluss zeigte
histopathologische eine mittelgradige, generalisierte, lymphohistiozytäre Chorioiditis im IV. Ventrikel und eine fokale, gleichartige Meningitis im Bereich des Kleinhirns. Bei diesem Hund konnten nach Inkubation mit dem anti-EMCV-Antikörper
mab 4F3 und 3E5 multifokal, feingranuläre Präzipitate in gefäßassoziierten Zellen
vereinzelter Gefäße in einem dem Subiculum ähnlichen Bereich des Ammonshorns
außerhalb des Entzündungsgebietes nachgewiesen werden (analog zu Abb. 4.73). In
der Lunge fanden sich mittel- bis hochgradige, lymphohistiozytäre Infiltrate, wobei
bei der Untersuchung auf das Vorhandensein von EMCV-Antigen keine spezifischen
Reaktionsprodukte beobachtet werden konnten. Bei der immunhistochemischen Untersuchung der histopathologisch unveränderten Organe Leber, Milz, Niere, Herz
und Darm dieses Tieres traten unter Verwendung der anti-EMCV-Antikörper mab
121
4 ERGEBNISSE
4F3 und 3E5 keine spezifischen Reaktionen auf. Eine Immunhistochemie unter Verwendung des anti-EMCV-Antikörpers mab 4E4 wurde nicht durchgeführt.
Ein 8 Wochen alter Europäisch Kurzhaar-Kater (Tier Nr. 60) zeigte vorberichtlich
Krampfanfälle und eine Lungenerkrankung, die histopathologisch als subakute, mittelgradige, interstitielle, lymphohistiozytäre Pneumonie bestätigt werden konnte. Im
ZNS wies dieses Tier eine hochgradige, multifokale, lymphohistiozytäre Poliomeningoenzephalitis und hochgradige neuronale Nekrosen in den CA-Bereiche 1 bis 4
des Ammonshorns auf. In einem dem Subiculum ähnlichen Bereich des Ammonshorns dieses Tieres konnte in den Perikaryen einzelner, nicht nekrotischer Pyramidenzellen und neuronaler Fortsätze bei der Untersuchung auf EMCV-Antigen unter
Verwendung des mab 4F3 Antikörpers ein feingranuläres Präzipitat beobachtet werden. In Großhirn, Mittelhirn, Kleinhirn und Medulla oblongata des Tieres konnten
keine EMCV-spezifischen Präzipitate nachgewiesen werden. Im Herz des Tieres
konnte histopathologisch eine geringgradige Herzmuskelfaserdegeneration festgestellt werden. Weder das Herz noch die histopathologisch unveränderten Organe
Leber, Niere, Milz, Pankreas, Nebenniere und Darm wurden immunhistochemisch
auf das Vorhandensein von EMCV-Antigen untersucht. Eine Immunhistochemie unter Verwendung der anti-EMCV-Antikörper mab 3E5 und 4E4 wurde nicht durchgeführt.
Bei einer 10 Jahre alten, weiblichen Europäisch Kurzhaar-Katze (Tier Nr. 65), die
vorberichtlich zentral blind war und weitere neurologische Störungen aufwies, zeigte sich histopathologisch eine geringgradige, multifokale, gemischtzellige Panmeningoenzephalitis im Großhirn. Bei der immunhistochemischen Untersuchung auf
EMCV-Antigen mittels des mab 4F3-Antikörpers fanden sich in vereinzelten gefäßassoziierten Zellen multifokal im Großhirn feingranuläre, zytoplasmatische DABPräzipitate auch außerhalb der veränderten ZNS-Lokalisation (analog zu Abb. 4.73).
Ammonshorn, Mittelhirn, Kleinhirn und Medulla oblongata wiesen keine EMCVspezifischen Präzipitate auf. Bei der histopathologischen Untersuchung der Organe
wurde ein Nierenzellkarzinom festgestellt. Weiterhin wies das Tier eine geringgradige, lymphohistiozytäre Hepatitis mit multifokalen, herdförmigen Nekrosen, eine
herdförmige, lymphohistiozytäre Bronchitis mit Nachweis von Bakterienrasen auf.
122
4 ERGEBNISSE
Die Milz des Tieres war histopathologisch ohne besonderen Befund. Organe des Tieres wurden nicht immunhistochemisch auf das Vorhandensein von EMCV-Antigen
untersucht. Eine immunhistochemische Untersuchung des ZNS unter Verwendung
der anti-EMCV-Antikörper mab 3E5 und 4E4 wurde nicht durchgeführt.
Im Gehirn einer adulten, männlichen Katze unbekannter Rasse (Tier Nr. 80) mit vorberichtlichen Koordinationsstörungen und Lungenerkrankung zeigte sich histopathologisch im ZNS eine mittel- bis hochgradige, pyogranulomatöse Enzephalitis
mit Betonung des Stamm- und Mittelhirns und geringgradiger, generalisierter, pyogranulomatöser Meningitis (s. auch Abschnitt 4.5.4). Bei der immunhistochemischen Untersuchung unter Verwendung der monoklonalen anti-EMCV-Antikörper
mab 4F3 und mab 4E4 konnten im Zytoplasma zahlreicher perivaskulärer
Makrophagen,
Zellen,
bei
denen
es
sich
vermutlich
um
Makropha-
gen/Mikrogliazellen handelt und im Zytoplasma einzelner Neuronen innerhalb des
Entzündungsgebietes
im
mediokaudalen
Thalamus
sowie
in
vermuteten
Makrophagen/Mikrogliazellen der Medulla oblongata im entzündlich veränderten
Nucleus trigeminalis EMCV-spezifische Präzipitate beobachtet werden. Weder Meninx noch die histopathologisch überwiegend unveränderten Regionen Großhirn,
Ammonshorn und Kleinhirn wiesen EMCV-spezifische Präzipitate auf. Die Lunge
dieser Katze wies histopathologisch eine hochgradige, granulomatöse Pneumonie
und Lungenwurmbrutknoten auf. Immunhistochemisch konnte mit den EMCVspezifischen Antikörpern mab 4E4 und mab 3E5 ein zell-assoziiertes Präzipitat in
den peribronchialen Drüsen nachgewiesen werden. Die histopathologisch unveränderten Organe Leber, Niere, Schilddrüse, Milz und Pankreas wiesen mit beiden Antikörpern keine EMCV-spezifischen Präzipitate auf. Eine immunhistochemische Untersuchung der Organe unter Verwendung de anti-EMCV-Antikörpers mab 4F3
wurde nicht durchgeführt.
Eine 10-jährige, weibliche Siam-Katze (Tier Nr. 86) zeigte vorberichtlich eine chronische Atemwegserkrankung, die histopathologisch in Form einer chronischen, teils
nekrotisierenden, lymphohistiozytären Bronchitis nachvollzogen werden konnte, jedoch keine zentralnervösen Symptome. Im ZNS dieser Katze zeigte sich histopathologisch eine mittelgradige, fokale, lymphohistiozytäre Meningitis, wobei EMCV-
123
4 ERGEBNISSE
Antigen nach Anwendung des Antikörpers mab 3E5 multifokal in Form feingranulärer Präzipitate in gefäßassoziierten Zellen im Kleinhirn im Kleinhirnmarkes und der
-stiele (analog zu Abb. 4.73) sowie in den peribronchialen Drüsen der Lunge demonstriert werden konnte (Abb. 4.75). In Großhirn, Ammonshorn, Mittelhirn, Kleinhirn und Medulla oblongata traten bei dieser Untersuchung keine EMCVspezifischen Präzipitate auf. Nach Anwendung des 4F3-Antikörpers fanden sich im
gesamten ZNS keine spezifischen Präzipitate. In den histopathologisch unveränderten Organen Leber, Milz, Niere, Herz und Darm des Tieres traten nach Anwendung
des 3E5-Antikörpers keine spezifischen Reaktionen auf. Der anti-EMCV-Antikörper
mab 4F3 wurde nicht zur Untersuchung der Organe, der Antikörper mab 4E4 wurde
gar nicht eingesetzt.
4.5.8 Nachweis von felinem Leukämie-Virus-Antigen
Bei einer 9,5 Jahre alten Europäisch Kurzhaar-Kätzin (Tier Nr. 66), die vorberichtlich
Apathie und Speichelfluss zeigte, konnte beim Nachweis von FeLV-spezifischem Antigen fokal eine homogene Reaktion im Zytoplasma von Mikrogliazellen und vereinzelt im Zytoplasma von Astrozyten des Hypothalamus nachgewiesen werden (Abb.
4.70). Histopathologisch wies die Katze eine geringgradige, multifokale, lymphohistiozytäre Meningitis und eine hochgradige Satellitose im Bereich der lateralen
Großhirnrinde auf. Die Organe Herz, Leber, Lunge und Niere des Tieres wiesen
histopathologisch geringgradige, lymphoplasmazelluläre Infiltrate auf. Nach Inkubation mit dem anti-FeLV-Antikörper traten in keinem der Organe spezifische Präzipitate auf. Lymphoretikuläres Gewebe des Tieres stand nicht zur Verfügung.
4.5.9 Nachweis von Escherichia coli-Antigen
Bei einem 5 Monate alten Kater unbekannter Rasse (Tier Nr. 82) waren vorberichtlich
Diarrhoe und Fieber bekannt. Zentralnervöse Symptome waren nicht beobachtet
worden. Histologisch zeigte sich im ZNS eine gering- bis mittelgradige, multifokale,
gemischtzellige Meningitis und eine geringgradige, gleichartige, multifokale Kleinhirnenzephalitis und Bakterienrasen in Gefäßen und ZNS-Parenchym (Abb. 4.76).
Die immunhistochemischen Reaktionen im ZNS fanden sich analog zu den histopathologischen Veränderungen in allen als Bakterienrasen angesprochenen Verände124
4 ERGEBNISSE
rungen sowie im Zytoplasma zahlreicher perivaskulärer, meningealer und periventrikulär gelegener Makrophagen (Abb. 4.77, 4.78 und 4.79). E. coli-Antigen wurde
auch im Darmlumen nachgewiesen. Einzelne Makrophagen in der histopathologisch
ödematösen Lunge wiesen bei der immunhistochemischen Untersuchung zum
Nachweis von Escherichia coli-Antigen verdächtige Reaktionen auf. In den histologisch unveränderten Organen Herz, Leber und Niere des Tieres konnte kein Escherichia coli-Antigen nachgewiesen werden.
125
4.5.10 Fotografische Dokumentation
Abb. 4.10: Hochgradige, lymphohistiozytäre Meningitis im Bereich des Großhirns;
Hund, Tier Nr. 40
HE-Färbung, Balken = 200µm
Abb. 4.11: Geringgradiges, lymphohistiozytäres, perivaskuläres Infiltrat im Kleinhirn (Pfeil);
Katze, Tier Nr. 83
m: Molekularschicht, p: Purkinjezellschicht
k: Körnerschicht,
HE-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.12: Hochgradiges, lymphohistiozytäres, perivaskuläres Infiltrat in der weißen Substanz des Rückenmarks; Hund, Tier Nr. 5
HE-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.13: Hochgradige, granulomatöse, periventrikuläre Enzephalitis (GME; Stern);
Hund, Tier Nr. 32
E: Ependym
HE-Färbung, Balken = 800µm
127
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.14: Hochgradige, pyogranulomatöse Chorioiditis; Katze, Tier Nr. 63
V: Ventrikel
HE-Färbung, Balken = 400µm
Abb. 4.15: Hochgradige, pyogranulomatöse, Chorioiditis, Katze; Tier Nr. 63 (stärkere Vergrößerung von
Bild 4.15)
P: Plexus chorioideus
HE-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.16: Hochgradige, laminäre neuronale Nekrosen im Ammonshorn (Pfeile); Katze, Tier Nr. 61
HE-Färbung, Balken = 200µm
Abb. 4.17: Hochgradige, laminäre neuronale Nekrosen im Ammonshorn (Pfeile);
Katze, Tier Nr. 61
(stärkere Vergrößerung von Bild 4.16)
HE-Färbung, Balken = 50µm
128
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.18: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von felinem Herpesvirus-Antigen im Zytoplasma von Makrophagen und in zum Teil degenerierten Bronchialepithelzellen (Pfeile);
Lunge einer natürlich infizierten Katze
B: Bronchialknorpel, E: Bronchialepithel, I: entzündliche Infiltrate und Zelldetritus
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.19: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von porzinem Herpesvirus-1-Antigen in Perikaryen von Neuronen (Pfeile);
ZNS eines natürlich infizierten Hundes
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.20: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von kaninem Adenovirus-1-Antigen im Zytoplasma von Hepatozyten (Pfeile); Leber eines natürlich infizierten Hundes
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.21: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von kaninem Parvovirus-Antigen in Kern
und Zytoplasma von Kryptepithelzellen (Pfeile); Darm
eines natürlich infizierten Hundes
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
129
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.22: Positivkontrolle; Nachweis von kaniner
Parvovirus-DNA in Kern und Zytoplasma von Kryptepithelzellen (Pfeile) mittels in-situ-Hybridisierung;
Darm eines natürlich infizierten Hundes
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.23: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von FSME-Virus-Antigen in Perikaryen und
Fortsätzen von Pyramidenzellen des Ammonshorns;
ZNS einer experimentell infizierten Maus
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.24: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von West Nile-Virus-Antigen in einem
Glomerulum mittels des anti-MEP-E-Antikörpers
(Pfeile); Niere eines natürlich infizierten Vogels
G: Glomerulum
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.25: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von West Nile-Virus-Antigen im Kern und
Zytoplasma und Kern von Tubulusepithelzellen mittels des anti-NSP-1-Antikörpers (Pfeile);
Niere eines natürlich infizierten Vogels
P: Parenchym
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
130
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.26: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von felinem Infektiöse Peritonitis VirusAntigen im Zytoplasma von Makrophagen im Plexus
chorioideus (Pfeile);
ZNS einer natürlich infizierten Katze
Balken = 50µm
Abb. 4.27: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von kaninem Parainfluenzavirus-Antigen
Ependymzellen (Pfeile);
ZNS eines experimentell infizierten Frettchens
E: Ependym, P: Plexus chorioideus
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.28: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von Staupevirus-Antigen im Zytoplasma
und Kern von Neuronen und Gliazellen im Kleinhirn;
ZNS eines natürlich infizierten Hundes
m: Molekularschicht, p: Purkinjezellschicht
k: Körnerschicht
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.29: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von Tollwutvirus-Antigen im Zytoplasma
von Neuronen (Pfeile);
ZNS eines natürlich infizierten Pferdes
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
131
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.30: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von Borna Disease-Virus-Antigen in Zytoplasma und Kern von Neuronen;
ZNS einer experimentell infizierten Maus
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.31: Positivkontrolle; Nachweis von Borna Disease-Virus-mRNA vorwiegend im Zytoplasma von
Neuronen mittels in-situ-Hybridisierung; ZNS einer
experimentell infizierten Maus
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.32: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von Enzephalomyokarditisvirus-Antigen in
Purkinjezellen (Pfeilspitzen) sowie im Kern und Zytoplasma von Myokardzellen (Pfeile);
Herz eines experimentell infizierten Schweins
P: Schicht von Purkinjezellen, M: Myokard
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.33: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von felinem Leukämie-Virus-Antigen im
Zytoplasma von Hepatozyten; Leber einer natürlich
infizierten Katze
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
132
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.34: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von Prion ProteinSC-Antigen im Zytoplasma von Lymphozyten und Makrophagen (Pfeile); Tonsille eines natürlich infizierten Schafs
Z: Keimzentrum des Follikels
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.35: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von Listeria monocytogenes-Antigen in
Makrophagen und neutrophilen Granulozyten; ZNS
eines natürlich infizierten Schafs
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 100µm
Abb. 4.36: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von Chlamydien-Spezies-Antigen in Intermediär- und Retikulärkörperchen (Pfeile);
Hoden einer experimentell infizierten Ratte
P: Parenchym, I: entzündliche Infiltrate
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.37: Positivkontrolle; Immunhistochemischer
Nachweis von Mykoplasmen-Spezies-Antigen im Zytoplasma von Makrophagen (Pfeile);
Trachea eines natürlich infizierten Rindes
T: Trachealknorpel
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
133
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.38: Hochgradige Vakuolisierung der weißen
Substanz des Kleinhirns (Pfeilspitze) und geringgradige, lymphohistiozytäre, perivaskuläre Infiltrate (Pfeil)
bei nachgewiesener Parvovirus-Infektion des ZNS;
Hund, Tier Nr. 51
HE-Färbung, Balken = 100µm
Abb. 4.39: Mittelgradige, lymphohistiozytäre, parenchymatöse Infiltrate (Pfeile) und vereinzelte Vakuolen
in der weißen Substanz des Großhirns (Pfeilspitze) bei
nachgewiesener Parvovirus-Infektion des ZNS;
Hund, Tier Nr. 49;
HE-Färbung, Balken = 100µm
Abb. 4.40: Mittelgradige, lymphohistiozytäre Meningitis bei nachgewiesener Parvovirus-Infektion des
ZNS; Katze, Tier Nr. 71;
HE-Färbung, Balken = 100µm
Abb. 4.41: Immunhistochemischer Nachweis von
Parvovirus-Antigen in der grauen und weißen Substanz des Rückenmarks einer Katze
(Tier Nr. 71);
g: graue Substanz, w: weiße Substanz
Balken = 200µm
134
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.42: Immunhistochemischer Nachweis von
Parvovirus-Antigen multifokal im Kleinhirn einer Katze (Tier Nr. 71);
ä: äußere Körnerschicht, m: Molekularschicht,
p: Purkinjezellschicht, k: Körnerschicht, M: Kleinhirnmark
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 400µm
Abb. 4.43: Nachweis von Parvovirus-DNA multifokal
im Kleinhirn einer Katze (Tier Nr. 71) mittels in-situHybridisierung;
ä: äußere Körnerschicht, m: Molekularschicht,
p: Purkinjezellschicht, k: Körnerschicht, M: Kleinhirnmark
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 400µm
Abb. 4.44: Immunhistochemischer Nachweis von kaninem Parvovirus-Antigen in Kern und Zytoplasma
periventrikulär gelegener Zellen mit ovoidem bis rundem Zellkern – vermutlich Spongioblasten –bei einem
Hund (Tier Nr. 49);
E: Ependym
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.45: Nachweis von kaniner Parvovirus-DNA im
Kern periventrikulär gelegener Zellen mit ovoidem bis
rundem Zellkern – vermutlich Spongioblasten – bei einem Hund (Tier Nr. 49) mittels in-situ-Hybridisierung;
E: Ependym
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
135
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.46: Nachweis von Parvovirus-DNA im Zytoplasma und Kern von Neuronen (Pfeile) und verschiedenartigen Zellen – vermutlich Astrozyten und
Mikrogliazellen/Makrophagen (Pfeilspitzen) – im Rückenmark einer Katze (Tier Nr. 71) mittels in-situHybridisierung;
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.47: Immunhistochemischer Nachweis von Parvovirus-Antigen in Kern und Zytoplasma von
Neuronen (Pfeile) im Großhirn einer Katze (Tier Nr.
71);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.48: Nachweis von Parvovirus-DNA in Perikaryen von Pyramidenzellen (Pfeile) im Großhirn eines
Hundes (Tier Nr. 49) mittels in-situ-Hybridisierung;
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.49: Immunhistochemischer Nachweis von Parvovirus-Antigen in Kern und Zytoplasma einer Zelle
mit ovoidem Zellkern – vermutlich ein Astrozyt (Tier
Nr. 48);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
136
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.50: Nachweis von Parvovirus-DNA im Kern
von in der Meninx befindlichen Makrophagen (Pfeile)
und einer Gefäßendothelzelle (Pfeilspitze) einer Katze
(Tier Nr. 71) mittels in-situ-Hybridisierung;
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.51: Immunhistochemischer Nachweis von
Parvovirus-Antigen in äußeren Körnerzellen im Kleinhirn einer Katze (Tier Nr. 71);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.52: Immunhistochemischer Nachweis von
Parvovirus-Antigen im Kern und Zytoplasma einer
Myokardzelle eines Hundes (Tier Nr. 52);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.53: Nachweis von kaniner Parvovirus-DNA im
Kern und Zytoplasma einer Myokardzelle eines Hundes (Tier Nr. 52) mittels in-situ-Hybridisierung;
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
137
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.54: Immunhistochemische Präzipitate nach
Verwendung eines West Nile-Virus-spezifischen Antikörpers (anti-MEP-E) in periventrikulär gelegenen
Makrophagen und neutrophilen Granulozyten (Pfeile)
bei einer granulomatösen Enzephalitis einer Katze
(Tier Nr. 57);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.55: Immunhistochemische Präzipitate nach
Verwendung eines West Nile-Virus-spezifischen Antikörpers (anti-NSP-1) in periventrikulär gelegenen
Makrophagen und neutrophilen Granulozyten (Pfeile)
bei einer granulomatösen Enzephalitis einer Katze
(Tier Nr. 57);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.56: Immunhistochemische Präzipitate nach
Verwendung eines West Nile-Virus-spezifischen Antikörpers (anti-MEP-E) im Zytoplasma verschiedenartiger Zellen mit ovoidem Zellkern – vermutlich
Mikrogliazellen/Makrophagen – im Nucleus caudatus
eines Hundes (Tier Nr. 43);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.57: Immunhistochemische Präzipitate nach
Verwendung eines West Nile-Virus-spezifischen Antikörpers (anti-NSP-1) im Zytoplasma von kleinen Neuronen (Pfeile) und verschiedenartigen Zellen (Pfeilspitzen) – vermutlich Mikrogliazellen/Makrophagen
und Astrozyten – eines Hundes mit hochgradiger,
granulomatöser Enzephalomyelitis (Tier Nr. 43);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
138
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.58: Immunhistochemische Präzipitate nach
Verwendung eines West Nile-Virus-spezifischen Antikörpers (anti-NSP-1) im Kern von Pyramidenzellen
(Pfeile) im Großhirn eines Hundes mit hochgradiger
lymphohistiozytärer Enzephalitis (Tier Nr. 45);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.59: Immunhistochemische Präzipitate nach
Verwendung eines West Nile-Virus-spezifischen Antikörpers (anti-NSP-1) in den Perikaryen großer Neurone (Pfeile) und im Zytoplasma verschiedenartiger Zellen – vermutlich Astrozyten und Mikrogliazellen/Makrophagen (Pfeilspitzen) einer Katze mit hochgradiger, pyogranulomatöser Meningoenzephalitis
(Tier Nr. 80);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.60: Immunhistochemische Präzipitate (Pfeile)
nach Verwendung eines West Nile-Virus-spezifischen
Antikörpers (anti-MEP-E) in einem Glomerulum in
der Niere einer Katze (Tier Nr. 62);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.61: Immunhistochemische Präzipitate (Pfeile)
nach Verwendung eines West Nile-Virus-spezifischen
Antikörpers (anti-MEP-E) in einem Glomerulum in
der Niere einer Katze (Tier Nr. 80);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
139
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.62: Immunhistochemische Präzipitate nach
Verwendung eines West Nile-Virus-spezifischen Antikörpers (anti-NSP-1) in Kern und Zytoplasma von
Tubulusepithelzellen (Pfeile) eines Hundes (Tier Nr.
45);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.63: Immunhistochemische Präzipitate nach
Verwendung eines West Nile-Virus-spezifischen Antikörpers (anti-NSP-1) im Zytoplasma von Makrophagen/Kupfferschen Sternzellen eines Hundes (Tier Nr.
45);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
140
4 ERGEBNISSE
70bp
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
84bp
45bp
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
70bp
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
84bp
45bp
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
Abb. 4.64: Nachweis WNV-spezifischer RT-PCRAmplifikate im ZNS von Hunden und Katzen mit immunhistochemischen Präzipitaten nach Verwendung
eines West Nile-Virus-spezifischen Antikörpers, positive Bande bei 70bp in Slot 10;
1: Tier Nr. 11, 2: Tier Nr. 28, 3: Tier Nr. 32, 4: Tier Nr.
43, 5: Tier Nr. 45 (Hunde), 6: Tier Nr. 57, 7: Tier Nr. 62,
8: Tier Nr. 69, 9: Tier Nr. 80 (Katzen);
10: ZNS einer Dohle mit bereits nachgewiesener WNVInfektion, 11: Negativkontrolle
Abb. 4.65: Nachweis GAPDH-spezifischer RT-PCRAmplifikate im ZNS von Hunden und Katzen mit immunhistochemischen Präzipitaten nach Verwendung
eines West Nile-Virus-spezifischen Antikörpers, positive Banden bei 84bp in Slots 1-10, Primer-Dimere bei
ca. 45bp in allen Slots;
1: Tier Nr. 11, 2: Tier Nr. 28, 3: Tier Nr. 32, 4: Tier Nr.
43, 5: Tier Nr. 45 (Hunde), 6: Tier Nr. 57, 7: Tier Nr. 62,
8: Tier Nr. 69, 9: Tier Nr. 80 (Katzen);
10: Positivkontrolle (unverändertes ZNS-Gewebe vom
Hund), 11: Negativkontrolle
Abb. 4.66: Nachweis WNV-spezifischer RT-PCRAmplifikate in der Niere von Hunden und Katzen mit
immunhistochemischen Präzipitaten im ZNS nach
Verwendung eines West Nile-Virus-spezifischen Antikörpers, positive Bande bei 70bp in slot 10;
1: Tier Nr. 11, 2: Tier Nr. 28, 3: Tier Nr. 32, 4: Tier Nr.
43, 5: Tier Nr. 45 (Hunde), 6: Tier Nr. 57, 7: Tier Nr. 62,
8: Tier Nr. 69, 9: Tier Nr. 80 (Katzen);
10: ZNS einer Dohle mit bereits nachgewiesener WNVInfektion, 11: Negativkontrolle
Abb. 4.67: Nachweis GAPDH-spezifischer RT-PCRAmplifikate in der Niere von Hunden und Katzen mit
immunhistochemischen Präzipitaten im ZNS nach
Verwendung eines West Nile-Virus-spezifischen Antikörpers. Positive Bande bei 84bp in Slots 1-10, PrimerDimere bei ca. 45bp in allen Slots;
1: Tier Nr. 11, 2: Tier Nr. 28, 3: Tier Nr. 32, 4: Tier Nr.
43, 5: Tier Nr. 45 (Hunde), 6: Tier Nr. 57, 7: Tier Nr. 62,
8: Tier Nr. 69, 9: Tier Nr. 80 (Katzen);
10: Positivkontrolle (unverändertes ZNS-Gewebe vom
Hund) 11: Negativkontrolle
141
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.68: Immunhistochemischer Nachweis von
porzinem Herpesvirus-1-Antigen in Perikaryen von
Neuronen des Gyrus parahippocampalis eines Hundes
mit geringgradiger, lymphohistiozytärer Polioenzephalitis, Tier Nr. 6
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.69: Immunhistochemischer Nachweis von kaninem Parainfluenzavirus-Antigen im Zytoplasma eines Makrophagen im ZNS eines Hundes mit hochgradiger, periventrikulärer, granulomatöser Enzephalitis
(Tier Nr. 32, s. Bild 4.13);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.70: Immunhistochemischer Nachweis von felinem Leukämie-Virus-Antigen im Zytoplasma von
Mikrogliazellen im ZNS einer Katze mit geringgradiger, multifokaler, lymphohistiozytärer Meningitis (Tier
Nr. 66);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50
Abb. 4.71: Immunhistochemischer Nachweis von felinem Infektiöse Peritonitis-Virus-Antigen im Zytoplasma von Makrophagen im Plexus chorioideus im
ZNS einer Katze mit hochgradiger, gemischtzelliger
Chorioiditis und Meningitis (Tier Nr. 90);
P: Plexus chorioideus mit gemischtzelligen Infiltraten
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
142
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.72: Immunhistochemische Präzipitate nach
Verwendung eines Enzephalomyokarditisvirus spezifischen Antikörpers (mab 4F3) in Perikaryen
großer Neurone im ZNS eines Hundes
mit mittel- bis hochgradiger, lymphoplasmazellulärer
teils granulomatöser Meningoenzephalomyelitis (Tier
Nr. 14);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.73: Immunhistochemische Präzipitate nach
Verwendung eines Enzephalomyokarditisvirus spezifischen Antikörpers (mab 4F3) in gefäßassoziierten Zellen im ZNS einer Katze (Tier Nr. 65);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.74: Immunhistochemische Präzipitate nach
Verwendung eines Enzephalomyokarditisvirus spezifischen Antikörpers (mab 4F3) in kurzen Fortsätzen von zum Teil netzartig verflochtenen Zellen mit
rundlichem Kern – vermutlich Astrozyten –
periventrikulär im ZNS eines Hundes
(Tier Nr. 11);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.75: Immunhistochemische Präzipitate nach
Verwendung eines Enzephalomyokarditisvirus spezifischen Antikörpers (mab 3E5) in den peribronchialen Drüsen der Lunge einer Katze (Tier Nr. 86);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
143
4 ERGEBNISSE
Abb. 4.76: Geringgradige gemischtzellige perivaskuläre Infiltrate (Pfeil) und Bakterienrasen (Pfeilspitzen)
im ZNS einer Katze mit nachgewiesener E. coliInfektion des ZNS (Tier Nr. 82);
H-Färbung, Balken = 100µm
Abb. 4.77: Immunhistochemischer Nachweis von
E. coli-Antigen in einem Gefäß im ZNS einer Katze
(Tier Nr. 82);
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.78: Immunhistochemischer Nachweis von
E. coli-Antigen im Zytoplasma von Makrophagen in
der Meninx einer Katze (Tier Nr. 82);
m: Meninx, p: Parenchym
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
Abb. 4.79: Immunhistochemischer Nachweis von
E. coli-Antigen im Zytoplasma periventrikulär gelegener Makrophagen und parenchymatös im ZNS einer
Katze (Tier Nr. 82);
E: Ependym
Nomarski-Beleuchtung, Balken = 50µm
144
5 Diskussion
In der vorliegenden retrospektiven Studie wurden 56 Hunde und 34 Katzen mit ungeklärter nicht-eitriger Meningoenzephalitis hinsichtlich deren Ätiologie untersucht.
Es wurde immunhistochemisch an Formalin-fixiertem, Paraffin-eingebettetem Material auf das Vorhandensein 18 möglicher Infektionserreger im ZNS untersucht und
die Ergebnisse einzelner Erregernachweise mittels molekularbiologischer Untersuchungen wie in-situ-Hybridisierung oder PCR überprüft.
Es existieren Studien, die dieses Thema aus klinischer Sicht (QUESNEL et al. 1997;
TIPOLD 1995) behandeln oder auf ein bestimmtes Agens hin untersuchen (BRADSHAW 2004; MELZER 1999). Derart umfangreiche Studien bezüglich der Tierzahl
und der untersuchten Erreger sind bislang an Formalin-fixiertem, Paraffineingebettetem Material aber nicht durchgeführt worden.
5.1
Rasse, Alter, Klinik und histopathologische Veränderungen
Die Zwergrassen stellten bei den 56 untersuchten Hunden mit einem Anteil von
26,8% (15 Tiere) die größte Gruppe des Untersuchungsgutes dar (s. 4.2.1). Außerhalb
der Gruppe der Zwergrassen konnte analog zu früheren Studien keine Rasseprädisposition für nicht-eitrige Meningoenzephalitiden festgestellt werden (TIPOLD
1995; SORJONEN 1992). Möglicherweise erklärt sich die Überrepräsentation der
Zwergrassen mit deren wachsender Beliebtheit als Haustier innerhalb der letzten
Jahre. 6 Hunde dieser Gruppe wiesen histopathologische Veränderungen auf, die unter Umständen dem Krankheitsbild der GME zuzurechnen sind. Da für die GME sowohl autoimmune als auch hereditäre Mechanismen vor allem bei Zwergrassen, also
einer ganzen Gruppe von Hunderassen, diskutiert werden (KIPAR et al. 1998; HARRIS, DIDIER und PARKER 1988), und nur für wenige weitere Hunderassen ähnliche
Prädispositionen für nicht-eitrige Meningoenzephalitiden vermutet bzw. nicht ausgeschlossen werden (CALLANAN et al. 2002; TIPOLD 2002), ist demzufolge auch
denkbar, dass die Überrepräsentation der Zwergrassen innerhalb dieser Studie teilweise hierin begründet liegt.
145
5 DISKUSSION
Die Rasse „Europäisch Kurzhaar“ war mit 18 der 34 (52,9%) untersuchten Katzen am
stärksten vertreten. Bei 11 der 34 Tiere war die Rasse nicht bekannt. Dass im vorliegenden Untersuchungsgut die Rasse „Europäisch Kurzhaar“ am weitaus stärksten
vertreten ist, erklärt sich vermutlich mit der Rasseverteilung innerhalb der deutschen
Katzenpopulation. In einer histologischen Studie des ZNS von 286 Katzen aus England, die klinisch neurologische Symptome zeigten, ist die Rasse „Europäisch Kurzhaar“ analog zur vorliegenden Studie ebenfalls mit 60,1% vertreten. In der Literatur
werden keine Rasseprädispositionen für nicht-eitrige Meningoenzephalitiden der
Katze beschrieben (SORJONEN 1992).
41% der 56 untersuchten Hunde waren jünger als ein Jahr, 37% der Hunde waren
zwischen 1 und 5 Jahren und 18% der Hunde waren älter als 5 Jahre. Bei 4% der 56
Hunde war das Alter nicht bekannt. Junge und mittelalte Hunde waren also wesentlich stärker vertreten als alte Hunde. Dies entspricht den Angaben von SORJONEN
(1992). TIPOLD (1995) beobachtet für Meningoenzephalomyelitiden beim Hund im
Allgemeinen keine bevorzugte Altersgruppe, wobei jedoch in dieser Studie Staupevirus-induzierte Enzephalitiden, protozoär-bedingte und periventrikuläre Enzephalitiden, deren Ätiologie nicht geklärt werden konnte, überwiegend bei Welpen beobachtet wurden. Eine Studie über virale Infektionskrankheiten bei Hunden ergibt, dass
fast die Hälfte aller Todesfälle bei Tieren im Alter zwischen 4 Wochen und einem
Jahr viral bedingt sind (BAUMGÄRTNER 1993). Die dabei nachgewiesenen Erreger
(Parvovirus, kanines Staupevirus und Coronavirus, porzines Herpesvirus-1) sind alle
potenzielle Auslöser nicht-eitriger Meningoenzephalitiden. Aus diesem Grund war
bei dem Anteil von 41% junger Hunde mit nicht-eitriger Meningoenzephalitis eine
virale Genese in vielen Fällen zu vermuten.
Bei den 34 untersuchten Katzen waren junge, adulte und alte Tiere gleichermaßen
vertreten. 27% der untersuchten Katzen waren jünger als 1 Jahr, 26% der 34 Katzen
waren zwischen 1 und 5 Jahren, 26% älter als 5 Jahre und bei 21% der untersuchten
Katzen war das Alter nicht bekannt. Diese Beobachtung deckt sich nicht mit den Ergebnissen früherer Studien. Bislang ist von unklaren nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden überwiegend bei Katzen, die jünger als 2 Jahre waren, berichtet worden
(RAND et al. 1994). Dies steht möglicherweise damit in Zusammenhang, dass in die
146
5 DISKUSSION
vorliegende Untersuchung auch Tiere eingingen, die klinisch keine neurologischen
Symptome zeigten und somit in andere Studien nicht einbezogen wurden. Eine vergleichbare Untersuchung zur Klärung der Ätiologie nicht-eitriger Meningoenzephalitiden bei der Katze geht nicht auf Alters-, Geschlechts- oder Rasseverteilung der untersuchten Katzen ein (MELZER 1999).
In der vorliegenden Studie lag weder bei Hunden noch bei Katzen eine Geschlechtsdisposition vor. Dies deckt sich mit den Ergebnissen anderer Studien (TIPOLD 1995;
RAND et al. 1994).
Bei 41 von 56 untersuchten Hunden und 18 von 34 untersuchten Katzen mit ungeklärter nicht-eitriger Meningoenzephalitis waren zentralnervöse Störungen beobachtetet worden. In einer anderen Untersuchung zeigen 69 von 87 Katzen mit nichteitriger Meningoenzephalitis keine ZNS-Symptome (MELZER 1999). TIPOLD (1995)
bringt in einer Studie aus klinisch-neurologischer Sicht entzündliche ZNSErkrankungen beim Hund immer in einen Zusammenhang mit neurologischen Defiziten. Aufgrund des retrospektiven Charakters der vorliegenden Studie musste bezüglich der klinischen Symptome auf anamnestische Angaben zurückgegriffen werden, die meist keine gezielte neurologische Untersuchung beinhalteten und somit
nur eingeschränkt beurteilt werden konnten.
Die Mehrzahl der untersuchten Hunde (40 von 56) und Katzen (23 von 34) mit nichteitrigen Meningoenzephalitiden wies lymphohistiozytäre, perivaskuläre Infiltrate im
ZNS auf. Dies wird im Allgemeinen als Hinweis auf eine mögliche virale Genese gedeutet (SUMMERS, CUMMINGS und DE LAHUNTA 1995), tritt jedoch beispielsweise auch im Zusammenhang mit zerebraler Infarzierung, demyelinisierenden
ZNS-Erkrankungen oder infolge einer Intoxikation auf (LEE, HARDIMAN und
O`CONNEL 2002; BRAUND 1980). Des Weiteren ist denkbar, dass möglicherweise
auch bei Hunden und Katzen paraneoplastische Enzephalitiden in Form derartiger
histopathologischer Veränderungen auftreten, bislang ist dies jedoch nur wenig untersucht (WAGNER 2002) (s. auch Abschnitt 5.2.4).
Weitaus weniger der untersuchten Hunde (10 von 56) und Katzen (2 von 34) wiesen
granulomatöse Infiltrate im ZNS auf. Derartige Veränderungen treten bei Hunden
und Katzen in zumeist wärmeren geographischen Breiten häufig in Zusammenhang
147
5 DISKUSSION
mit Pilz-Infektionen auf (SCHAER, JOHNSON und NICHOLSON 1983; GERDSGROGAN und DAYRELL-HART 1997), die jedoch im Rahmen dieser Studie nicht
beobachtet werden konnten. Auch in ähnlichen Studien aus Deutschland und Österreich, deren Patientengut bzw. Untersuchungsmaterial vermutlich überwiegend aus
Mitteleuropa stammt, waren Pilz-Infektionen im ZNS von Hund und Katze ohne Bedeutung (TIPOLD 1995; MELZER 1999). Bei den 10 Hunden mit granulomatösen Infiltraten im ZNS wurde aufgrund des periventrikulären Verteilungsmusters der entzündlichen Läsionen im ZNS das Vorliegen des als GME beschriebenen Krankheitsbildes vermutet. In 9 dieser Fälle war die Rasse bekannt und deckte sich in 6 Fällen
mit den bekanntermaßen meist von GME betroffenen Hunderassen (zwei West
Highland White Terrier, zwei Chihuahua, ein Shih-Tzu und ein Rehpinscher), in 3
Fällen handeltet es sich um große Rassen (ein Landseer, eine Bordeaux Dogge und
ein Collie), bei denen eine GME nur sehr selten beobachtet wird (BRAUND 1985).
Aus anderen Studien ist bekannt, dass die GME in der Regel bei Tieren auftritt, die
älter als 2 Jahre sind (TIPOLD 1995). 9 von 10 Tieren innerhalb der hier untersuchten
Hundegruppe mit vermuteter GME waren älter als 2 Jahre – die meisten Tiere (n = 8)
sogar älter als 4 Jahre. Lediglich die Bordeaux Dogge war erst 4 Monate alt. Aufgrund des Alters des Tieres konnte eine Virus-Ätiologie der ZNS-Veränderungen
vermutet werden. Bei der immunhistochemischen Untersuchung des ZNS dieses
Hundes auf EMCV-spezifisches Antigen konnten spezifische Reaktionsprodukte
nachgewiesen werden, deren Bedeutung jedoch nicht abschließend beurteil werden
kann. Allerdings gelang auch bei einem Hund mit vermuteter GME der Nachweis
von kaninem Parainfluenzavirus(CPIV)-Antigen sowie bei anderen Hunden mit
vermuteter GME und Katzen mit granulomatösen Infiltraten der Nachweis EMCVund WNV-Antigen-spezifischer Reaktionsprodukte, deren Bedeutung ebenfalls nicht
abschließend bewertet werden kann.
Es ist im Rahmen der vorliegenden Untersuchungen nicht auszuschließen, dass es
sich bei den beobachteten Reaktionen und dem Vorliegen granulomatöser Entzündungen im Rahmen der genannten Antigen-Nachweise von EMCV, WNV und CPIV
um Veränderungen infolge eines „Molecular Mimicry“ genannten Phänomens handelt. „Molecular Mimicry“ beschreibt das Vorkommen derselben Epitope auf Infekti-
148
5 DISKUSSION
onserregern und Autoantigenen (SHESHBERADARAN und NORRBY 1984). Unter
anderem ist dieses Phänomen bekannt für Antigene verschiedener Paramyxoviren
und das Japanese Encephalitis-Virus (JPEV) (SHESHBERADARAN und NORRBY
1984). Infolge des Kontaktes eines Organismus mit entsprechenden Infektionserregern kann es zu überschießenden Reaktionen des Immunsystems kommen, sodass
nun auch gegen analoge Autoepitope Antikörper produziert werden. Analog dazu
können zu diagnostischen Zwecken eingesetzte Antikörper, neben dem eigentlichen
Zielepitop auf dem entsprechenden Erreger, auch die vergleichbaren Autoepitope
detektieren (OLDSTONE 1998). Aufgrund dessen ist dieses Phänomen beispielsweise
für das WNV, das wie das JPEV zu den Flaviviren zählt und für das kanine Parainfluenzavirus, das zu den Paramyxoviren gehört, denkbar. Für Cardioviren, wie
das Enzephalomyokarditisvirus, ist eine derartige „Molecular Mimicry“ bislang nicht
beschrieben.
MAEDA et al. (1993) wiesen bei Beaglen mit einer granulomatösen Leptomeningitis
Escherichia coli-Antigen im Gehirn nach. Aufgrund dessen erschien es möglich, dass
auch bei der granulomatösen Meningoenzephalitis Escherichia coli als auslösendes
Agens in Frage kommen könnte. Auch beim Menschen wurde von einer E. coliassoziierten granulomatösen Enzephalitis berichtet (RICKERT et al. 2000). Im Rahmen der vorliegenden Untersuchung konnte jedoch kein Zusammenhang zwischen
E. coli-Infektionen und der GME des Hundes oder granulomatösen Meningoenzephalitiden bei der Katze hergestellt werden.
Pyogranulomatöse und gemischtzellige Infiltrate traten im Rahmen der vorliegenden
Studie bei der Katze etwas häufiger auf als beim Hund. In der Literatur werden derartige Veränderungen bei der Katze meist in Zusammenhang mit einer FIP-VirusInfektion beobachtet (RAND et al. 1994). Auch im vorliegenden Untersuchungsgut
gelang im ZNS von 2 Katzen mit pyogranulomatösen oder gemischtzelligen Infiltraten der Nachweis einer FIP-Virus-Infektion. Des Weiteren konnten bei Hunden und
Katzen mit granulomatösen und gemischtzelligen, bei Katzen auch pyogranulomatösen Infiltraten aber auch erstmals spezifische Reaktionsprodukte bei der immunhistochemischen Untersuchung zum Nachweis von WNV- bzw. EMCV-Antigen
nachgewiesen werden, deren Bedeutung jedoch nicht abschließend bewertet werden
149
5 DISKUSSION
kann. Einer der 56 Hunde zeigte pyogranulomatöse Infiltrate im ZNS. Bei diesem
Tier konnte in der vorliegenden Studie kein Erreger im ZNS nachgewiesen werden.
Bei Hunden werden pyogranulomatöse Infiltrate im ZNS zwar beschrieben, bislang
konnte in anderen Studien aber ebenfalls kein Erreger nachgewiesen werden (MERIC
1988). Möglicherweise handelt es sich im vorliegenden Fall beim Hund, bei den ätiologisch unklar gebliebenen Katzen mit pyogranulomatösen Infiltraten im ZNS, aber
auch bei den unklar gebliebenen lymphohistiozytären Meningoenzephalitiden
(BRAUND 1980) um Infektionen mit bakteriellen Erregern, auf deren Vorkommen
im Rahmen dieser Studie lediglich histopathologisch unter Zuhilfenahme von Spezialfärbungen untersucht worden ist.
25% der Hunde und ca. 12% der Katzen wiesen entzündliche Infiltrate ausschließlich
in der Meninx auf. Dieser relativ hohe Anteil an isolierten nicht-eitrigen Meningitiden bei Fleischfressern ist ungewöhnlich. In der Regel gehen sie mit einer Enzephalitis oder Myelitis einher (LUTTGEN 1988). In einer der vorliegenden Studie ähnlichen
Untersuchung bei Katzen waren nur bei 5,6% der untersuchten entzündlichen Veränderungen des ZNS lediglich die Meningen betroffen (MELZER 1999). Keine der
Meningitiden bei 14 von insgesamt 56 untersuchten Hunden, die keine weiteren entzündlichen Veränderungen im ZNS aufwiesen, konnte ätiologisch geklärt werden. 6
von 34 untersuchten Katzen zeigten eine Meningitis ohne assoziierte Enzephalitis.
Bei 3 dieser Katzen konnten Erreger-spezifische Reaktionsprodukte nachgewiesen
werden. Bei je einer Katze wurden FeLV-, WNV- bzw. EMCV-spezifische Präzipitate
im ZNS beobachtet, deren Bedeutung jedoch nicht abschließend bewertet werden
kann. Bei den anderen 3 Katzen mit derartigen Veränderungen konnte kein Erreger
im ZNS nachgewiesen werden.
Bei 3 Hunden und einer Katze waren neuronale Nekrosen ohne entzündliche Infiltrate
der Hauptbefund der histopathologischen Untersuchung des ZNS. In keinem der
Fälle (3 von 56 Hunden und eine von 34 Katzen), die im ZNS ausschließlich neuronale Nekrosen aufwiesen, konnte ein Erreger nachgewiesen werden. Einer der betroffenen Hunde und die betroffene Katze wiesen neuronale Nekrosen ausschließlich in
den CA-Bereichen des Ammonshorns auf. Bei den beiden weiteren Hunden waren
diese Läsionen im Großhirn lokalisiert. Ätiologisch kommen hierfür mehrere Ursa-
150
5 DISKUSSION
chen in Betracht. Zum Einen können in Fällen perakuter bis akuter viraler Infektion
zwar Neuronen geschädigt werden, aber noch keine Infiltration mit Entzündungszellen vorliegen (BRAUND 1980). Zum Anderen werden neuronale Nekrosen häufig,
meist in Ammonshorn und Lobus piriformis, auch infolge einer Sauerstoffunterversorgung des Gehirns, beispielsweise während epileptischer Anfälle oder in Folge einer Intoxikation, z.B. einer Kohlenmonoxidvergiftung, beobachtet (FATZER et al.
2000). Bis auf einen Hund war bei allen betroffenen Tieren vorberichtlich ein Anfallsleiden bekannt. Es ist daher denkbar, dass die neuronalen Nekrosen Folge eines hypoxischen Zustandes im Rahmen eines epileptoiden Krankheitsverlaufes sind. Möglicherweise liegt auch eine perakute Infektion vor, sodass infolge der noch nicht
stattgefundenen Virusreplikation die nur sehr geringen Mengen an Antigen mittels
Immunhistochemie nicht detektiert werden konnten.
5.2 Erreger-Nachweis im ZNS
5.2.1 Porzines Herpesvirus-1
Bei einem kanadischen Schäferhund mit einer geringgradigen, fokalen, lymphohistiozytären Polioenzephalitis im Gyrus parahippocampalis und vereinzelten neuronalen Nekrosen in den Bereiche CA-1 und 2 des Ammonshorns konnte eine PHV-1Infektion nachgewiesen werden. PHV-1-Antigen wurde, wie typischerweise bei Morbus Aujeszky (QUIROGA et al. 1998), im Zytoplasma von Neuronen nachgewiesen.
Die entzündlichen Veränderungen entsprachen dabei nur teilweise den typischerweise bei Fleischfressern mit Morbus Aujeszky im ZNS auftretenden Läsionen. So
befinden sich die entzündlichen Infiltrate im vorliegenden Fall zwar in der grauen
Substanz, jedoch nicht im Hirnstamm oder in einem Spinalganglion, wo sie infolge
der retrograd aufsteigenden Infektion in der Regel zu finden sind (CARD et al. 1990).
Es ist jedoch denkbar, dass aufgrund des retrospektiven Charakters der Studie die
Eintrittsstelle des Virus nicht untersucht werden konnte und es sich bei dem nachgewiesenen Virus-Antigen im Gyrus parahippocampalis um eine Ausbreitung des
Virus innerhalb des Gehirns handelt.
151
5 DISKUSSION
Von neuronalen Nekrosen wird regelmäßig nur bei Ferkeln mit PHV-1-Infektion des
ZNS berichtet (KRITAS et al. 1999). Auch in Hinblick darauf, dass sich die hier beobachteten neuronalen Nekrosen in einer anderen ZNS-Lokalisation befinden, stehen
diese möglicherweise nicht in ursächlichem Zusammenhang mit der PHV-1Infektion. Es könnte sich aber auch um die ersten Anzeichen einer perakuten Infektion dieser Neuronen mit PHV-1 handeln, bei der noch kein Virus-Antigen nachweisbar ist. Der Hund zeigte klinisch neben zentralnervösen Symptomen rezidivierend
Durchfall. Deshalb ist das Vorliegen einer enteral verlaufende, so genannten atypischen Verlaufsform der PHV-1-Infektion denkbar, die vereinzelt beim Fleischfresser
beschrieben ist, in der Regel allerdings nicht mit Veränderungen im Gehirn, sondern
lediglich im Rückenmark einhergeht (PENSAERT und MAES 1987). Bei der Untersuchung des Magen-Darm-Traktes des Hundes konnte auch in den muralen Ganglien
kein PHV-1-Antigen nachgewiesen werden. Der Magen-Darm-Trakt des Tieres war
histopathologisch soweit zur Untersuchung zur Verfügung stehend, unverändert.
5.2.2 Parvovirus
Bei 5 der 56 untersuchten Hunde gelang der Nachweis von Parvovirus-Antigen und
in 4 dieser Fälle auch von Parvovirus-DNA im ZNS. Bei einer der 34 untersuchten
Katzen gelang ebenfalls der Nachweis von Parvovirus-Antigen und -DNA im ZNS.
Histopathologisch zeigte sich bei allen 5 Hunden eine gering- bis mittelgradige, vereinzelt hochgradige Vakuolisierung der weißen Substanz mit gering- bis mittelgradigen lymphohistiozytären Infiltraten hauptsächlich in der Meninx und teilweise perivaskulär im ZNS. Periventrikulär fanden sich bei fast allen Hunden Ansammlungen
von Zellen mit ovoidem bis rundem Zellkern, bei denen es sich aufgrund ihrer Morphologie und Lage vermutlich um Spongioblasten, vereinzelt eventuell aber auch um
Makrophagen handelt. Die Katze zeigte histopathologisch eine lymphohistiozytäre
Meningitis und Kleinhirnenzephalitis, die dem Bild einer viral induzierten nichteitrigen Meningoenzephalitis mit perivaskulären Infiltraten entsprach.
Weder bei den 5 Hunden noch bei der Katze traten die in der Regel bei ParvovirusInfektionen des ZNS beobachteten zerebellären Hypoplasien mit Untergang der sich
zu diesem Zeitpunkt noch teilenden Purkinjezellen (SHARP et al. 1999) auf.
152
5 DISKUSSION
URL et al. (2002 und 2003) weisen eine CPV-2-Infektion im ZNS mehrerer Katzen mit
neuronaler Degeneration und Vakuolisierung der weißen Substanz nach. Neuronale
Nekrosen konnten in der vorliegenden Studie weder bei den 5 Hunden noch der
Katze beobachtet werden. Die von URL et al. (2002 und 2003) bereits beschriebene
Vakuolisierung der weißen Substanz konnte in der vorliegenden Studie nicht bei der
Katze, aber bei allen 5 Hunden in unterschiedlicher Ausprägung beobachtet werden.
Allerdings fand sich keine Demyelinisierung der weißen Substanz, die beim Menschen in Assoziation mit Parvovirus-Infektionen beobachtet wird (KERR et al. 2002).
Demyelinisierung und Vakuolisierung der weißen Substanz in Gehirnen von Hunden mit Parvovirus-Infektionen des ZNS sind bislang nicht beschrieben. KERR et al.
(2002) vermuten eine sowohl immunvermittelte als auch genetisch bedingte Genese
der Demyelinisierung und weisen beispielsweise erhöhte Werte von TNF-α, IL-6 und
IFN-γ in der Zerebrospinalflüssigkeit nach. Möglicherweise handelt es sich bei den in
der vorliegenden Studie bei 5 Hunden beobachteten Vakuolisierung der weißen Substanz ebenfalls um einen Zytokin-vermittelten Prozess. Aber auch eine genetische
Disposition ist aufgrund der Tatsache, dass alle 5 Hunde aus einem Wurf stammen
nicht auszuschließen.
Bislang gelang bei Tieren nur in vereinzelten Fällen von Meningoenzephalitis der
Nachweis einer Parvovirus-Infektion. DYER, CHING und BLOOM (2000) weisen bei
einem Nerz mit hochgradiger, lymphohistiozytärer Meningoenzephalitis Aleutian
Mink Disease Parvovirus-DNA mittels PCR im Gehirn nach. NARITA et al. (1975) isolieren porzines Parvovirus aus dem Gehirn mehrerer abortierter Schweinföten, die
multifokal im gesamten Gehirn – mit Ausnahme des Kleinhirns – eine nicht-eitrige
Meningoenzephalitis aufwiesen. Weder bei den hier untersuchten Hunden noch bei
der Katze konnte, wie für Hunde in Assoziation mit Parvovirus-Infektionen vereinzelt beschrieben, eine Enzephalomalazie festgestellt werden (JOHNSON und CASTRO 1984; AGUNGPRIYONO et al. 1999). BAGO et al. (2002) weisen ParvovirusAntigen bzw. –DNA im ZNS und in vielen Organen einer Katze mit generalisierter
Parvovirose ohne histopathologische Veränderungen im ZNS nach. Analog zu den
Ergebnissen von BAGO et al. (2002) gelingt in der vorliegenden Studie der Nachweis
einer Parvovirus-Infektion ausgeprägt im ZNS, aber auch in anderen Organen einer
153
5 DISKUSSION
Katze. BAGO et al. (2002) beschreiben das Bild einer klassischen Parvovirus-Enteritis
(s. Abschnitt 2.1.4), wohingegen bei den hier vorliegenden Hunden und der Katze
die ZNS-Veränderungen im Vordergrund stehen. Beim Menschen werden mit dem
B-19-Parvovirus-assoziierte Meningoenzephalitiden mit lymphohistiozytären Infiltraten vor allem im Rahmen opportunistischer Infektionen bei immunsupprimierten Patienten, vereinzelt aber auch bei immunkompetenten Patienten beschrieben
(BARAH et al. 2001; LIU et al. 1997).
Die vorgelegten Ergebnisse legen nahe, dass Parvovirus-Infektionen auch bei Hunden und Katzen mit nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden und Vakuolisierung der
weißen Substanz einhergehen können. Möglicherweise sollte bei Auftreten derartigen Veränderungen im Gehirn von Hunden und Katzen im Rahmen der Routinediagnostik eine Parvovirus-Infektion als Ursache in Betracht gezogen werden.
Der Nachweis sowohl von Parvovirus-Antigen als auch -DNA gelang im vorliegenden Fall bei der Katze ausgeprägt in Neuronen. Vor allem im Bereich der Körnerschicht und der äußeren Körnerschicht des Kleinhirns sowie in der grauen Substanz
des Rückenmarks, aber zusätzlich multifokal im gesamten ZNS der Katze gelang in
Kern und Zytoplasma sowohl kleiner als auch großer Neuronen der Nachweis. Bei
den 5 Hunden gelang in einzelnen Pyramidenzellen der Großhirnrinde und Purkinjezellen im Kleinhirn der Nachweis von Parvovirus-DNA, aber nicht von ParvovirusAntigen. Möglicherweise handelt es sich in diesem Fall um eine perakute bis akute
Infektion dieser Neuronen, bei der noch keine immunhistologisch nachweisbare
Menge an Virus-Antigen vorlag. Bislang ist der Nachweis von Parvovirus in zerebralen Neuronen von URL et al. (2003) nur bei Katzen beschrieben worden. Beim Hund
wird dies in der vorliegenden Arbeit zum ersten Mal beschrieben. Dass Parvoviren
in anderen Neuronen als Purkinjezellen replizieren, erscheint paradox (URL et al.
2003). Bislang ging man davon aus, dass Neuronen zwar in den Zellteilungszyklus
übergehen können, aber in der G1-Phase stehen bleiben und somit nicht in die für
die Parvovirus-Replikation als entscheidend angesehene S-Phase eintreten (NAGY
2000).
Bei den meisten der 5 Hunde und der Katze wurde in Zellen im Bereich der Meninx
und anderer entzündlich veränderter Lokalisationen im ZNS im Kern und Zytop154
5 DISKUSSION
lasma Parvovirus-DNA und -Antigen nachgewiesen. Vermutlich handelt es sich bei
diesen Zellen um Makrophagen. Der Nachweis von Parvoviren in Makrophagen ist
per se nicht ungewöhnlich (KIPAR, KREMENDAHL und JACKSON 2001), ist allerdings im ZNS von Hund und Katze bislang nicht beschrieben. Aufgrund der in der
in-situ-Hybridisierung stark angegriffenen Zellstruktur, war die Zellart bei dieser
Nachweismethode allein auf der Basis morphologischer Kriterien nicht eindeutig zu
beurteilen. Im Bereich des Kleinhirns handelt es sich bei in der Nähe der Meninx befindlichen Zellen möglicherweise um äußere Körnerzellen. Dies war bei der Katze in
den meisten Bereichen deutlich zu erkennen. Da es sich bei allen betroffenen Tieren
um juvenile Hunde bzw. eine Katze handelt, war diese Schicht noch ausgebildet.
BAGO et al. (2004, pers. Mitteilung) weisen im Bereich der Körnerzellschicht, nicht
aber der äußeren Körnerschicht des Kleinhirns einer Katze in Astrozyten, nicht aber
in Körnerzellen sowohl Parvovirus-Antigen als auch -DNA nach.
Parvovirus-Antigen und -DNA konnte bei der vorliegenden Katze und bei 3 der 5
Hunde in Makrophagen/Mikrogliazellen und in Zellen mit ovoidem bis rundem
Zellkern, bei denen es sich aufgrund ihrer Morphologie höchstwahrscheinlich um
Astrozyten handelt, in allen ZNS-Lokalisationen inklusive der Kleinhirnrinde nachgewiesen werden. Aufgrund der phagozytierenden Aufgaben beider Gliazellarten
scheint deren Infektion mit Parvovirus plausibel. Auch BAGO et al. (2004, pers. Mitteilung) und URL et al. (2003) weisen Parvovirus-Antigen und -DNA in Gliazellen
nach.
Bei zwei der hier vorgestellten Hunde und der Katze wurde Parvovirus-Antigen und
bei einem dieser Hunde und der Katze auch -DNA multifokal in Gefäßendothelzellen nachgewiesen. Dies deckt sich mit den Ergebnissen von URL et al. (2003) bei der
Katze. Beim Hund wurde der Nachweis von Parvovirus-Antigen bzw. –DNA in Gefäßendothelzellen bislang nicht beschrieben.
Des Weiteren gelang der Nachweis von Parvovirus-Antigen und -DNA bei 2 der
Hunde multifokal in periventrikulären Zellen, bei denen es sich vermutlich um
Spongioblasten, eventuell vereinzelt um Makrophagen handelt. Dies ist bislang in
der Literatur nicht beschrieben, erscheint aber aufgrund des pluripotenten, teilungsfähigen Charakters der Spongioblasten möglich (SOTELO und TRILLER 2002).
155
5 DISKUSSION
Bei der Katze konnte sowohl Parvovirus-Antigen als auch –DNA in Ependymzellen
nachgewiesen werden. Dies ist bislang in der Literatur nicht beschrieben. Bei keinem
der Hunde konnte in Ependymzellen Parvovirus-Antigen bzw. -DNA demonstriert
werden. Ependymzellen beim Menschen sind bis zum 14. Lebenstag ausgeprägt mitotisch aktiv – und damit Zielzellen des Parvovirus – danach ist ihre mitotische Aktivität nur noch sehr niedrig (BERRY et al. 2002). Da die Katze genau 14 Tage alt war,
alle 5 Hunde aber etwa 6 Wochen, liegt in der Teilungsfähigkeit der Ependymzellen
bei den hier vorgestellten Tieren möglicherweise eine Erklärung für die immunhistochemischen Befunde.
DYER, CHING und BLOOM (2000) weisen bei einem Nerz mit hochgradiger,
lymphohistiozytärer Meningoenzephalitis Aleutian Mink Disease Parvovirus-DNA
mittels PCR, nicht jedoch Antigen bzw. DNA mittels Immunhistochemie oder in-situHybridisierung im Gehirn nach. Bezüglich des Zelltropismus bei Nerzen kann demzufolge keine Aussage getroffen werden.
Da von keinem der 5 Hunde, die aus demselben Bestand stammten, Darmgewebe
zur Verfügung stand, kann das Vorliegen einer enteralen Parvovirus-Infektion nicht
abgeklärt werden. Vorberichtlich war bekannt, dass der Bestand, aus dem alle 5
Hunde stammen, häufig Probleme mit enteral verlaufenden Parvovirus-Infektionen
hat, von den vorliegenden 5 Fällen war dies jedoch anamnestisch nicht bekannt – alle
5 Hunde zeigten klinisch hüpfende Bewegungen der Hinterhand und einen generalisierten Tremor, das so genannte „Puppy Shaker Syndrom“. Eine Darmbeteiligung
lag demzufolge möglicherweise nicht vor. Vor dem Hintergrund der im Bestand regelmäßig auftretenden Parvovirus-Enteritiden scheint eine orale Infektion dennoch
möglich. Im Darm der Katze konnte Parvovirus-Antigen und -DNA nachgewiesen
werden, ein oraler Infektionsweg erscheint daher wahrscheinlich. In-uteroInfektionen führen stattdessen in der Regel zu zerebellären Hypoplasien mit Untergang der sich zu diesem Zeitpunkt noch teilenden Purkinjezellen (SHARP et al.
1999). Da dieses histopathologische Bild in den vorliegenden Fällen nicht beobachtet
wurde, erscheint dieser Infektionsweg unwahrscheinlich.
Das feline Panleukopenievirus (FPV) repliziert in Hunden nur sehr bedingt (TRUYEN 1994); daher scheint in den hier diskutierten Fällen beim Hund eine Infektion mit
156
5 DISKUSSION
dem CPV wahrscheinlich. Da das kanine Parvovirus (CPV) als Mutante des FPV aber
sowohl für Hunde als auch für Katzen gleichermaßen infektiös ist und regelmäßig
bei Katzen nachgewiesen wird (REED, JONES und MILLER 1988; TRUYEN 1994), ist
bei der Katze sowohl eine Infektion mit dem FPV als auch mit dem CPV denkbar.
Mittels der hier in der in-situ-Hybridisierung verwendeten Primer kann jedoch nicht
zwischen FPV- und CPV-Infektion unterschieden werden. Beide Viren sind zu 98%
homolog und nur mittels gezielter Sequenzierung des viralen Genoms zu unterscheiden (HUEFFER, TRUYEN und PARRISH 2004).
PARKER et al. (2001) zeigen, dass die Infektion von Zellen durch Parvoviren von deren Transferrin-Rezeptor-Expression abhängt. Obwohl kanines und felines Parvovirus in Zellkulturen an humane Transferrin-Rezeptoren binden und in die Zellen eindringen können, halten PARKER et al. (2001) es für unwahrscheinlich, dass es zu natürlichen Infektionen mit kaninem oder felinem Parvovirus bei Menschen kommen
kann. Da aber auch die Entwicklung des CPV aus dem felinen Parvovirus mit dessen
Fähigkeit, an kanine Transferrin-Rezeptoren zu binden einherging (HUEFFER,
TRUYEN und PARRISH 2004), ist es nicht gänzlich auszuschließen. Umgekehrt ist
auch eine Infektion von Hunden und Katzen mit B-19-Parvoviren aufgrund deren
hohen Spezifität für humane hämotopoetische Zellen sehr unwahrscheinlich (YOUNG und BROWN 2004). Von allen bei Tieren vorkommenden Parvoviren ist lediglich das kanine Parvovirus in der Lage, über die Speziesgrenzen hinweg auch eine andere Tierart, nämlich Katzen, zu infizieren (MENGELING et al. 1986).
5.2.3 West Nile-Virus
Bei 5 von 56 Hunden und 4 von 34 Katzen konnten WNV-Antigen-spezifische Reaktionsprodukte im ZNS beobachtet werden. Dabei zeigte sich histopathologisch im
ZNS dieser Tiere häufig eine mittel- bis hochgradige Meningoenzephalitis, sowohl in
der grauen als auch in der weißen Substanz. Bislang werden bei allen betroffenen
Vögeln, Säugetieren und Menschen mit WNV-Infektionen des ZNS histopathologisch in der Regel lymphoplasmahistiozytäre Poliomeningoenzephalomyelitiden mit
neuronalen Nekrosen in den am stärksten veränderten ZNS-Lokalisationen beschrieben (BUCHWEITZ et al. 2003; KELLY et al. 2003; LICHTENSTEIGER et al. 2003;
157
5 DISKUSSION
CANTILE et al. 2001a; STEELE et al. 2000). Bei den vorliegenden 5 Hunden und 4
Katzen wurde in 4 Fällen beim Hund bzw. 2 bei der Katze ein granulomatöser oder
pyogranulomatöser Entzündungscharakter beobachtet. Bei Vögeln, Säugern und
Menschen wird lediglich vereinzelt eine Beteiligung von neutrophilen Granulozyten
beschrieben (KELLY et al. 2003; LICHTENSTEIGER et al. 2003; SHIE et al. 2000;
STEELE et al. 2000). Möglicherweise handelt es sich bei den vorliegenden Fällen mit
derartigen histopathologischen Veränderungen um eine bislang unbekannte Verlaufsform von WNV-Infektionen.
Bislang werden bei allen betroffenen Tierarten und Menschen mit WNV-Infektionen
neben den beschriebenen ZNS-Veränderungen auch nicht-eitrige interstitielle Nephritiden beschrieben (BUCHWEITZ et al. 2003; KELLY et al. 2003; LICHTENSTEIGER
et al. 2003; STEELE et al. 2000). Bei Vögeln und Hunden mit WNV-Infektionen wird
in der Literatur des Weiteren von lymphoplasmahistiozytäre Myokarditiden, vereinzelt auch mit Beteiligung von neutrophilen Granulozyten, berichtet (BUCHWEITZ et
al. 2003; LICHTENSTEIGER et al. 2003; STEELE et al. 2000). Keiner der hier diskutierten Hunde und 3 der 4 Katzen wiesen entzündliche Veränderungen in der Niere
auf, wobei bei 2 der Katzen mit Nephritiden, einer Katze und einem Hund ohne
Nephritis immunhistochemische Reaktionen beim Nachweis von WNV-Antigen zu
beobachten waren. In keinem der Fälle bei Hund oder Katze fanden sich – soweit das
Herz zur Verfügung stand – entzündliche Infiltrate im Myokard. Bei einem der 5
Hunde fanden sich jedoch zusätzlich zu den ZNS-Veränderungen lymphohistiozytäre Infiltrate in der Leber und eine gleichartige, nekrotisierende Pankreatitis. Derartige Organveränderungen sind im Zusammenhang mit WNV-Infektionen bislang
nicht beschrieben. Möglicherweise stehen die in diesem Fall beobachteten Veränderungen nicht mit einer potenziellen WNV-Infektion in Zusammenhang.
Im ZNS aller Katzen und 4 der 5 Hunde fanden sich WNV-spezifische Präzipitate
überwiegend in entzündlich veränderten Bereichen im Zytoplasma von Makrophagen, Mikrogliazellen, Zellen, bei denen es sich aufgrund ihrer Morphologie vermutlich um Astrozyten handelt und im Zytoplasma und Kern von Neuronen. Auch bei
Vögeln, Pferden und bei einem Wolf wird eine Infektion von Makrophagen und Gliazellen mit WNV beschrieben (LICHTENSTEIGER et al. 2003; CANTILE et al. 2001a;
158
5 DISKUSSION
STEELE et al. 2000). Für Neurone ist bislang allerdings lediglich eine intrazytoplasmatische Lokalisation des WNV bekannt (SHIEH et al. 2000; STEELE et al. 2000). Der
intranukleäre Nachweis von WNV-Antigen in Neuronen hingegen ist bislang nicht
beschrieben (BURKE und MONATH 2001). Es ist nicht auszuschließen, dass es sich
bei diesen Präzipitaten auch um Kreuzreaktionen der monoklonalen anti-WNVAntikörper mit nukleären Autoantigenen von Neuronen handelt. Bei den von
BUCHWEITZ et al. (2003) und LICHTENSTEIGER et al. (2003) beschriebenen Fällen
beim Hund gelang zwar der Nachweis von WNV-spezifischer RNA mittels RT-PCR,
nicht jedoch der immunhistochemische Nachweis von Antigen im ZNS, sodass bezüglich des Zelltropismus des WNV bei diesen Hunden keine Aussage getroffen
werden kann.
Bei 3 von 4 Katzen und einem von 5 Hunden konnte in der vorliegenden Studie
WNV-spezifische Präzipitate in der Niere nachgewiesen werden. Im Myokard fanden sich bei keinem der untersuchten Tiere WNV-spezifische Präzipitate. Bei Vögeln
findet sich WNV-Antigen weit verbreitet immer auch in extraneuralem Gewebe
(STEELE et al 2000). Bei Pferden und Menschen hingegen, scheinen WNVInfektionen größtenteils auf das ZNS beschränkt zu sein (CANTILE et al. 2001a;
SHIEH et al. 2000). Möglicherweise zeigt das WNV auch beim Fleischfresser überwiegend einen Neurotropismus.
Mittels Immunhistochemie waren in der vorliegenden Studie nicht-WNVspezifische, zell-assoziierte Reaktionen in Entzündungszellen und in parenchymatösen Zellen von Leber, Niere, Milz, Herz und Lunge sowohl von Kontrolltieren mit
und ohne entzündliche Veränderungen als auch von den beschriebenen 5 Hunden
und 4 Katzen zu beobachten. Derartige Veränderungen werden teilweise auch von
anderen Autoren beschrieben (BUCHWEITZ et al. 2003). So zeigte sich beispielsweise häufig eine feingranuläre Reaktion im Zellkern ovoider Zellen, die sich auch in
das umgebende extrazelluläre Gewebe ausbreitete. Obwohl histopathologisch unverändertes Kontrollgewebe vom ZNS und die Negativkontrollen der jeweilig untersuchten Gewebe keinerlei Präzipitate zeigten, ist daher nicht auszuschließen, dass es
sich bei den in Organen beobachteten Reaktionen um Kreuzrektionen der monoklonalen anti-WNV-Antikörper handelt. Als hinsichtlich ihrer Spezifität für WNV prob-
159
5 DISKUSSION
lematisch gelten die für die Immunhistologie sonst meist verwendeten polyklonalen
WNV-spezifischen Antikörper, da sie häufig mit anderen Flaviviren kreuz reagieren
(CHVALA et al. 2004; KELLY et al. 2003; STEELE et al. 2000). Die in der vorliegenden
Studie eingesetzten monoklonalen Antikörper zeigen eine Kreuzreaktion mit dem
Kunjin-Virus aus der Familie der Flaviviren, wobei der gegen das Nicht-StrukturProtein-1 gerichtete Antikörper (anti-NSP-1) vermutlich eine höhere Spezifität für
WNV besitzt als der gegen das Major-Envelope-Protein-E gerichtete (anti-MEP-E;
HALL et al. 2000). Dass in der Regel bei der Verwendung des anti-NSP-1Antikörpers stärkere immunhistochemische Reaktionen auftraten als bei Anwendung des anti-MEP-E-Antikörpers, spricht für das Vorliegen einer WNV-Infektion.
Eine Kreuzreaktion der hier verwendeten beiden monoklonalen Antikörper beispielsweise im Rahmen des „Molecular Mimicry“ (OLDSTONE 1998) kann im Rahmen dieser Studie allerdings nicht ausgeschlossen werden.
In der vorliegenden Studie konnte mittels RT-PCR weder im ZNS noch in den Nieren
der immunhistologisch positiven Tiere WNV-spezifische RNA nachgewiesen werden. Dies ist ein möglicher Hinweis darauf, dass keine WNV-Infektion vorlag und
die immunhistochemischen Reaktionen als nicht WNV-spezifisch anzusehen sind.
Die Niere wurde bei den fraglichen Tieren immunhistochemisch und mittels RT-PCR
untersucht, da die sie bei WNV-infizierten Hunden 1000-mal mehr Antigen als andere Organe aufweisen soll (BUCHWEITZ et al. 2003).
Da aber von anderen Flaviviren bekannt ist, dass der Nachweis mittels RT-PCR aus
Formalin-fixiertem Paraffin-Material auch in immunhistochemisch positiven Fällen
häufig nicht gelingt (WEISSENBÖCK 2004, pers. Mitteilung), kann mittels des negativen Ergebnisses der RT-PCR zum Nachweis von WNV-spezifischer RNA eine Infektion mit dem WNV nicht gänzlich ausgeschlossen werden.
Verschiedene Autoren beschreiben, dass Hunde und Katzen in endemischen Gebieten zwar häufig mit dem WNV infiziert werden ohne jedoch in der Regel zu erkranken (LICHTENSTEIGER et al. 2003; BLACKBURN et al. 1989). AUSTGEN et al.
(2004) infizieren spezifisch pathogen-freie Hunde und Katzen oral und mittels infizierter Mücken mit WNV. Die so infizierten Tiere zeigen keine histopathologischen
Veränderungen im ZNS. Die Ergebnisse der Studie lassen ebenfals vermuten, dass
160
5 DISKUSSION
Fleischfresser zwar empfänglich für das WNV sind, die Infektion aber subklinisch
verläuft. Eine epidemiologisch entscheidende Rolle von Hunden und Katzen halten
AUSTGEN et al. (2004) aufgrund eines niedrigen virämischen Virus-Titers aber für
unwahrscheinlich. Auch beim Menschen verlaufen WNV-Infektionen in der Regel
asymptomatisch (KOMAR 2000). Nur ein kleiner Teil der infizierten Patienten entwickelt eine – häufig tödlich verlaufende – multifokale, nicht-eitrige Meningoenzephalomyelitis (KELLY et al. 2003; SHIEH et al. 2000). Die Ergebnisse der vorliegenden
Studie geben nun Anlass zu der Vermutung, dass Hunde und Katzen infolge einer
WNV-Infektion möglicherweise doch erkranken und analog zu anderen Tierarten
histopathologische, wenn auch andersartige Veränderungen im ZNS und in Organen
entwickeln könnten. Obwohl konkrete Hinweise dafür fehlen ist denkbar, dass auch
bei den hier vorgestellten Tieren immunsupprimierende Grunderkrankungen eine
Rolle in der Pathogenese der Infektion spielten.
In jüngster Zeit werden zwar Erkrankungen bei Pferden in Italien und Frankreich
sowie WNV-Infektionen von Pferden in Tschechien beschrieben (DURAND et al.
2002; CANTILE et al. 2000; HUBALEK und HALOUZKA 1999). WEISSENBÖCK et
al. (2003) schließen aus serologischen Untersuchungen empfänglicher Tierarten auf
das Vorhandensein WNV-spezifischer Antikörper in Österreich, dass dieses Virus
dort zurzeit nicht vorkommt. Auch aus Deutschland sind bisher keine WNVInfektionen bekannt. GOULD (2003) hält ein signifikantes Risiko einer Epidemie, wie
sie z. B. in Nordamerika auftrat, in Nord- und Mitteleuropa für unwahrscheinlich. Er
gibt aber zu Bedenken, dass ein sich entwickelndes wärmeres Klima in nord- und
mitteleuropäischen Breiten und die damit einhergehende sich verändernde Mückenpopulation sowie das Auftreten virulenterer Virusstämme in jüngerer Zeit dieses Risiko erhöht. Es ist nicht auszuschließen, dass in der vorliegenden Arbeit die ersten
Infektionen mit dem West Nile-Virus bei Hunden und Katzen in Deutschland und
gleichzeitig in Deutschland überhaupt beschrieben werden. Allerdings sprechen sowohl das negative Ergebnis der RT-PCR, die ungewöhnliche Assoziation mit granulomatösen Infiltraten als auch die bislang beschriebene Rolle von Hunden und Katzen als Trägertiere, die selten erkranken, eher für eine andere Ursache der beobachteten histopathologischen Läsionen und immunhistochemischen Reaktion.
161
5 DISKUSSION
5.2.4 FIP-Virus
Der immunhistochemische Nachweis von FIP-Virus-Antigen im ZNS gelang bei 3
der 34 untersuchten Katzen. Die Feline Infektiöse Peritonitis tritt hauptsächlich bei
jungen Katzen unter 3 Jahren auf (PEDERSEN 1983). 2 der 3 Katzen mit Nachweis
von FIP-Virus-Antigen im ZNS fielen in diese Altersgruppe. Die histopathologischen
Veränderungen deckten sich nur in einem Fall weitgehend mit den häufig beschriebenen perivaskulären, pyogranulomatösen Infiltraten hauptsächlich in Meninx und
Plexus chorioideus (RAND et al. 1994), statt der meist beobachteten pyogranulomatösen Infiltrate fanden sich jedoch gemischtzellige. Des Weiteren wurden bei einem
Kater eine lymphohistiozytäre Leukoenzephalitis ohne Beteiligung von Meninx oder
Plexus chorioideus und bei einer Katze eine geringgradige, multifokale, gemischtzellige Meningoenzephalitis nachgewiesen. Derartige histopathologische Veränderungen sind zwar bei FIP-Virus-Infektionen beschrieben, treten der Literatur zufolge jedoch nur selten auf (BRADSHAW, PEARSON und GRUFFYDD-JONES 2004; FOLEY
et al. 1998; RAND et al. 1994). Möglicherweise stehen diese Veränderungen mit der
Dauer der Infektion, dem Infektionsweg oder der Abwehrlage des Tieres in Zusammenhang. Im Rahmen der Routinediagnostik sollte demzufolge auch bei „atypischen“ histopathologischen Veränderungen im Katzengehirn das Vorliegen einer
FIP-Virus-Infektion abgeklärt werden. Eine Assoziation mit einer FeLV-Infektion erscheint in den vorliegenden Fällen unwahrscheinlich, aber nicht ausgeschlossen. Lediglich eine der Katzen wurde vorberichtlich serologisch auf das Vorhandensein von
FeLV-Antikörpern untersucht und wies ein negatives Resultat auf. In der immunhistochemischen Untersuchung zum Nachweis von FeLV-Antigen im Rahmen dieser
Studie wies keine der 3 Katzen ein positives Ergebnis auf.
Der Nachweis von FIP-Virus-Antigen gelang in der vorliegenden Studie immer im
Zytoplasma von Makrophagen innerhalb des Entzündungsgebietes im Gehirn. Häufig wird bei der granulomatösen Form der felinen Infektiösen Peritonitis FIP-VirusAntigen auch bei hochgradigen histopathologischen Veränderungen im ZNS nur in
vereinzelten Makrophagen nachgewiesen (FOLEY et al. 1998). In einem der hier vorgestellten Fälle (Tier Nr. 90) gelang der Nachweis in ungewöhnlich zahlreichen Makrophagen im Plexus chorioideus und in der Meninx. Außerdem konnte FIP-Virus-
162
5 DISKUSSION
Virus-Antigen bei einer Katze im Zytoplasma einzelner Makrophagen in Lunge und
Lymphknoten sowie dem Peritoneum nachgewiesen werden. Dies ist nicht ungewöhnlich, da FIP-Virus-Infektionen sich oftmals zuerst in der Lunge manifestieren
(KIPAR 2004, pers. Mitteilung) und bei Peritonitiden regelmäßig FIP-Virus-Antigen
in Makrophagen dargestellt wird (APPEL 1987).
5.2.5 Kanines Parainfluenzavirus
Bei einem Collie mit einer granulomatösen Meningoenzephalitis, die histopathologisch als GME angesprochen wurde, konnte immunhistochemisch das Vorliegen einer kaninen Parainfluenzavirus-Infektion in Form zytoplasmatischer Präzipitate in
einzelnen Makrophagen innerhalb des Entzündungsgebietes im Gehirn nachgewiesen werden. Auch bei experimentellen CPIV-Infektionen von Hunden ist Antigen in
Makrophagen im ZNS demonstriert worden (BAUMGÄRTNER et al. 1982a). Beim
experimentell infizierten Frettchen wird kanines Parainfluenzavirus-Antigen von
BAUMGÄRTNER, KRAKOWKA und GORHAM (1989) zwar häufig in Ependymzellen nachgewiesen, beim experimentell infizierten Hund kann eine Infektion dieser
Zellart nicht eindeutig nachgewiesen werden (BAUMGÄRTNER et al. 1982b). Im
vorliegenden Fall beim Hund gelang dies ebenfalls nicht. Natürliche CPIVInfektionen beim Hund werden im Zusammenhang mit Hydrozephalus (BAUMGÄRTNER et al. 1982b) und periventrikulären, nekrotisierenden Enzephalitiden diskutiert, sind aber bislang nicht nachgewiesen worden (CANTILE et al. 1997; VIELER
et al 1994). Da in dieser Studie bei demselben Hund auch bei der immunhistochemischen Untersuchung zum Nachweis von WNV-Antigen spezifische Präzipitate nachgewiesen werden konnten, ist nicht auszuschließen, dass es sich in beiden Fällen um
Kreuzreaktionen mit zellulären Abbauprodukten im phagozytierten Material der
Makrophagen handelt. Möglicherweise kommt ursächlich auch ein „Molecular Mimicry“ für die zu beobachtende Reaktion in Betracht (OLDSTONE 1998).
5.2.6 Enzephalomyokarditisvirus
Bei 4 der 56 untersuchten Hunde und 4 der 34 Katzen wurden immunhistochemisch
EMCV-spezifische Präzipitate im ZNS nachgewiesen. Bislang ist in der Literatur lediglich bei Katzen in Österreich von einer sehr niedrigen Seroprävalenz berichtet
163
5 DISKUSSION
worden (NOWOTNY 1996). Bei Hunden sind EMCV-Infektionen bislang nicht bekannt worden. Histopathologisch zeigten sich bei den hier vorliegenden Tieren sehr
unterschiedliche Veränderungen im Gehirn, die von neuronalen Nekrosen über eine
fokale, lymphohistiozytäre Meningitis bis hin zu einer hochgradigen, generalisierten,
granulomatösen oder pyogranulomatösen Meningoenzephalitis reichten. Dabei zeigten 3 der 4 Hunde und eine der 4 Katzen zumindest teilweise granulomatöse bzw.
pyogranulomatöse Infiltrate im Gehirn. Es ist dabei nicht auszuschließen, dass die
bei der Katze beobachtete pyogranulomatöse Meningoenzephalitis ursächlich auf
wandernde Larven von in der Lunge beobachteten Nematoden zurückzuführen ist.
Lediglich bei 2 der 4 fraglichen Katzen entsprachen die Veränderungen den bislang
bei experimentell infizierten Mäusen und Schweinen beschriebenen Läsionen im Gehirn. Dabei werden lymphohistiozytäre, häufig perivaskuläre Infiltrate beobachtet –
bei Mäusen oft in Form von Poliomeningoenzephalomyelitiden, mit vereinzelt beobachteter zusätzlicher Beteiligung des Hypothalamus. Bei Schweinen finden sich die
entzündlichen Läsionen in Großhirnrinde, Ammonshorn, Medulla oblongata und
Kleinhirn (LaRUE et al. 2003; TOPHAM et al. 1991). Bei natürlichen Infektionen von
Schweinen steht der Myokardtropismus im Vordergrund. Histopathologische Herzmuskelveränderungen sind dabei nicht immer sichtbar und selten treten geringgradige, lymphohistiozytäre Infiltrate im ZNS auf (GAINER, SANDEFUR und BIGLER
1968). Möglicherweise lassen sich die unterschiedlichen histopathologischen Veränderungen mit einer verschiedenartigen Dauer der Infektion oder vielleicht zusätzlich
mit einem bei Fleischfressern andersartigen Zelltropismus des EMCV in Zusammenhang bringen.
Bei 2 der 4 Hunde und 2 der 4 Katzen stand Herzgewebe zur Verfügung, wobei in
keinem der Fälle eine Myokarditis auftrat. Bei 3 der 4 Katzen und bei einem der 4
Hunde wurde eine Pneumonie bzw. Bronchitis beobachtet. Bislang sind histopathologische Veränderungen in der Lunge weder bei experimentellen noch bei natürlichen EMCV-Infektionen beschrieben worden (LaRUE et al. 2003; PSYCHAS et al.
2001; GAINER, SANDEFUR und BIGLER 1968). Möglicherweise stellen die hier bei
Hunden und Katzen vorgefundenen histopathologischen Befunde der Lunge eine
neu beschriebene Organmanifestation einer EMCV-Infektion dar. Bei einer der Kat-
164
5 DISKUSSION
zen stehen die histopathologischen Veränderungen in der Lunge unter Umständen
auch mit den ebenfalls beobachteten Lungenwurmbrutknoten und nicht mit einer
potentiellen EMCV-Infektion in Zusammenhang.
Im ZNS von 2 der 4 Hunde und 2 der 4 Katzen traten EMCV-spezifische Präzipitate
in Perikaryen und teilweise Zellfortsätzen von Neuronen auf. Das Enzephalomyokarditisvirus besitzt bei experimentell infizierten Mäusen einen ausgeprägten Neurotropismus (TOPHAM et al. 1991).Verschiedene Studien an Ratten und in der Zellkultur lassen vermuten, dass die Infektion von Neuronen mit dem EMCV abhängig
vom Alter des Tieres sein könnte (SU et al. 2003; IKEGAMI, TAKEDA und DOI
1997). Die hier betroffenen 2 Hunde waren im Alter von 4 Monaten und 8 Jahren, die
2 Katzen im Alter von 8 Wochen und adult ohne nähere Altersangabe. Eine mit dem
Alter abnehmende Empfänglichkeit von Neuronen für EMCV-Infektionen kann im
Rahmen dieser Studie somit nicht festgestellt werden.
Des Weiteren wurden bei einem der 4 Hunde und bei 2 der 4 Katzen EMCVspezifische Präzipitate in gefäßassoziierten Zellen zerebraler Gefäße beobachtet, die
histopathologisch nicht eindeutig als Perizyten oder Gefäßendothelzellen identifiziert werden können. Bei Perizyten handelt es sich um Zellen mesenchymaler Herkunft, die sich unter anderem auch zu Fibroblasten entwickeln können (GERHARDT
und BETSHOLTZ 2003). Bislang ist der Nachweis von EMCV-Antigen in Perizyten
zerebraler Gefäße nicht beschrieben worden. Sowohl in Gefäßendothelzellen als auch
in Fibroblasten verschiedener Organe beim experimentell infizierten Schwein wird
regelmäßig EMCV-Antigen nachgewiesen (PAPAIOANNOU et al. 2003). Obwohl
dies im ZNS bislang nicht beschrieben ist, erscheint die Infektion beider Zellarten mit
EMCV möglich.
Im Zytoplasma verschiedenartiger Zellen im ZNS-Parenchym, die aufgrund ihrer
Morphologie vermutlich zu den Astrozyten, eine andere Zellpopulation zu den
Mikrogliazellen oder Makrophagen gezählt werden können wurde ebenso wie im
Zytoplasma perivaskulärer Makrophagen regelmäßig EMCV-spezifische Präzipitate
beobachtet. EMCV-Antigen wird regelmäßig in phagozytierenden Zellen nachgewiesen – bislang allerdings lediglich in Milz und Tonsille beim Schwein (PAPAIANNAOU et al. 2003). Der hier beschriebene Nachweis in Makrophagen im ZNS unter165
5 DISKUSSION
streicht möglicherweise deren Rolle bei Virusreplikation und -verteilung (PAPAIANNAOU et al. 2003).
Der Nachweis von EMCV-spezifischen Präzipitaten gelang in der vorliegenden Studie hauptsächlich in entzündlich veränderten Bereichen in Großhirn, Thalamus, Hypothalamus, Ammonshorn und Kleinhirn, was überwiegend den Beobachtungen bei
experimentellen Infektionen von Schweinen, Mäusen und Makaken entspricht (LaRUE et al. 2003).
Bei 2 der 3 Katzen mit entzündlichen Infiltraten in der Lunge wurden diese immunhistochemisch auf das Vorhandensein von EMCV-Antigen untersucht. Dabei wurden
feingranuläre DAB-Präzipitate in den peribronchialen Drüsen beobachtet. In der
Lunge des Hundes mit Pneumonie gelang der Nachweis EMCV-spezifischer Präzipitate nicht. Bislang finden sich in der Literatur für keine Tierart Angaben über den
Nachweis von EMCV-Antigen in der Lunge. Bei experimentellen EMCV-Infektionen
gelingt hingegen, auch bei Ausbleiben histopathologischer Veränderungen, in der
Regel der Antigen-Nachweis in Herzmuskelzellen und Milz (LaRUE et al. 2003;
PSYCHAS et al. 2001). Dass bei den 4 Hunden und 4 Katzen – soweit das entsprechende Gewebe zur Verfügung stand – weder im Myokard noch in der Milz EMCVAntigen nachgewiesen werden konnte, wirft die Frage auf, inwieweit es sich bei den
beobachteten Reaktionen möglicherweise weniger um eine EMCV-Infektion des ZNS
mit konsekutiver Meningoenzephalitis als vielmehr um eine Kreuzreaktion der monoklonalen Antikörper mit zellulären Abbauprodukten oder Autoepitopen handelt.
Molekularbiologische Methoden zur Untersuchung des Formalin-fixierten, Paraffineingebetteten Materials standen nicht zur Verfügung, sodass der Nachweis EMCVspezifischer RNA nicht durchgeführt werden konnte.
Das EMCV ist ein weltweit verbreitetes Picornavirus, wobei Virus-spezifische Antikörper bei vielen Tierarten wie auch bei Katzen nachgewiesen werden können und
Ratten als das natürliche Erregerreservoir gelten (NOWOTNY 1996; NOWOTNY et
al. 1993). Bei Hunden ist bislang keine Infektion mit dem EMCV beschrieben. Es ist
jedoch durchaus denkbar, dass sich auch Hunde via Indigestion infizierter Nager
bzw. deren Fäzes infizieren können. Bisher sind keine Studien bezüglich der Empfänglichkeit von Hunden und Katzen für das EMCV durchgeführt worden.
166
5 DISKUSSION
In Deutschland treten beim Menschen vereinzelt EMCV-assoziierte nicht-eitrige Meningoenzephalitiden auf, wobei in der Regel lediglich Virus-spezifische Antikörper
im Serum nachgewiesen werden. Der Erreger konnte bislang nur vereinzelt aus dem
ZNS betroffener Patienten isoliert werden (LaRUE et al. 2003; NOWOTNY et al.
1993). Vor allem im Hinblick auf die Übertragung von EMCV-Infektionen von
Schweinen auf Hunde und Katzen bzw. möglicherweise von Fleischfressern auf
Menschen über infizierte Fäzes, sind die Ergebnisse dieser Studie von epidemiologischem Interesse. Daher erscheint eine Untersuchung zur Überprüfung der Seroprävalenz von EMCV-Infektionen bei Hunden und Katzen in Deutschland sinnvoll.
5.2.7 Felines Leukämievirus
Bei einer 9,5 Jahre alten Europäisch Kurzhaar-Kätzin (Tier Nr. 66), die vorberichtlich
Apathie und Speichelfluss zeigte, konnten beim Nachweis von FeLV-spezifischem
Antigen im Gehirn außerhalb des entzündlich veränderten Bereiches im Hypothalamus fokal Reaktionsprodukte nachgewiesen werden. Sie bestanden aus einer homogenen Reaktion im Zytoplasma von Mikrogliazellen und vereinzelt im Zytoplasma
von Astrozyten. Histopathologisch zeigte das Tier geringgradige, multifokale,
lymphohistiozytäre Infiltrate in der Meninx. Lymphozytäre Infiltrate treten bei chronischen FeLV-Infektionen vereinzelt in peripheren Nerven oder Rückenmark auf
(PEDERSEN 1987). Eine weitere, im Institut für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover sezierte Katze wies ebenfalls lymphohistiozytäre Infiltrate in der
Meninx auf, wobei sowohl in Knochenmark und Thymus als auch im Zytoplasma
meningealer Makrophagen immunhistochemisch FeLV-Antigen nachgewiesen werden konnte (BAUMGÄRTNER 2002, persönliche Mitteilung). Weiterhin sollen bei einer FeLV-positiven Katze perivaskuläre, lymphozytäre Infiltrate im ZNS aufgetreten
sein, ohne dass der Antigen-Nachweis im ZNS gelang (CARMICHAEL zitiert nach
CARMICHAEL, BIENZLE und McDONNELL 2002). In der Literatur ist der Nachweis von FeLV-Antigen im Gehirn in Assoziation mit entzündlichen Veränderungen
bislang nicht beschrieben. Lediglich in Zusammenhang mit degenerativen Veränderungen im Katzengehirn ist FeLV-Antigen nachgewiesen worden (CARMICHAEL,
BIENZLE und McDONNELL 2002). In diesem Fall gelang der Nachweis von FeLVAntigen außer in Gliazellen (Oligodendroglia und Astrozyten) noch der Nachweis
167
5 DISKUSSION
im Zytoplasma von Endothelzellen und Neuronen. Aufgrund dessen spekulieren
CARMICHAEL, BIENZLE und McDONNELL (2002) über eine mögliche Rolle der
Astrozyten bei der ungewöhnlich scheinenden neuronalen Infektion mit FeLV. Bislang war eine Infektion von Neuronen mit FeLV lediglich in vitro beobachtet worden
(FAILS et al. 1997). Woher der unterschiedliche Zelltropismus des FeLV rührt, ist bislang unklar, jedoch könnte die Dauer der Infektion eine Rolle spielen. Das FeLV persistiert regelmäßig, häufig über Jahre, in Lymphozyten und Makrophagen (ROHN
und OVERBAUGH 1999). Eine persistierende FeLV-Infektion von Gliazellen erscheint daher möglich. Über den Infektionsweg im Rahmen von neuronalen FeLVInfektionen ist bislang nicht bekannt (CARMICHAEL, BIENZLE und McDONNELL
2002; HOOVER und MULLINS 1991). Des Weiteren ist beschrieben, dass sich das
FeLV in chronischen Fällen, die degenerative Veränderungen im Gehirn aufweisen,
vor allem in Kapillarendothelien des ZNS replizieren soll (CARMICHAEL, BIENZLE
und McDONNELL 2002). Dies wurde bei der vorliegenden Katze nicht beobachtet.
Möglicherweise handelt es sich im hier vorliegenden Fall um eine Verlaufsform, die
nicht die gleiche Chronizität besitzt.
In Herz, Leber, Lunge und Niere des Tieres konnte kein FeLV-Antigen nachgewiesen
werden. FeLV-Antigen wird häufig in Knochenmark oder lymphoretikulärem Gewebe nachgewiesen (PEDERSEN 1987). Da entsprechendes Material dieser Katze
nicht zur Verfügung stand, konnte der Verdacht des Vorliegens einer FeLV-Infektion
nicht abschließend bestätigt werden.
5.2.8 Escherichia coli
Bei einer Katze mit geringgradiger, gemischtzelliger Meningoenzephalitis und histopathologisch darstellbarem Bakterienrasen in Gefäßen und im ZNS-Parenchym wurde immunhistochemisch Escherichia coli-Antigen im ZNS nachgewiesen. Klinisch
zeigte das Tier eine Diarrhoe und Fieber. Im Darm des Tieres wurde in der immunhistochemischen Untersuchung oberflächlich Escherichia coli-Antigen nachgewiesen,
wobei nicht festgestellt werden konnte, ob es sich um normale Darmflora, eine
postmortale Vermehrung von E. coli-Bakterien oder um eine pathologische Besiedelung handelt. In der Lunge des Tieres fanden sich vereinzelte Makrophagen, in deren
168
5 DISKUSSION
Zytoplasma sich möglicherweise ebenfalls Escherichia coli-Antigen befand. In der Literatur werden E. coli-Infektionen des ZNS bei Katzen selten im Rahmen einer Septikämie beschrieben (BEUTIN 1999). Allerdings wird bei Katzen in diesem Zusammenhang in der Literatur nicht von entzündlichen, perivaskulären Infiltraten berichtet. Bei Tieren beschreiben lediglich MAEDA et al. (1993) beim Beagle im Zusammenhang mit E. coli-Infektionen granulomatöse Meningitiden ohne Gefäßassoziation
und vereinzelt perivaskuläre, lymphohistiozytäre Enzephalitiden. Sie vermuten eine
Analogie zu der beim Menschen als Malakoplakie bekannten, granulomatösen
Entzündung, die selten auch im Gehirn beobachtet wird (RICKERT et al. 2000).
Sowohl beim Beagle als auch beim Menschen werden diese granulomatösen
Entzündungen im ZNS mit E. coli-Infektionen assoziiert (MAEDA 1993; RICKERT et
al. 2000). Obwohl im vorliegenden Fall bei der Katze keine für die Malakoplakie als
pathognomonisch geltenden Michaelis-Gutmann-Körperchen nachgewiesen werden
konnten, ist denkbar, dass hier eine besondere Form dieses Krankheitsbildes vorliegt.
Unter Umständen liegt auch in diesem Fall ein für dieses Krankheitsbild ursächlich
diskutierter lysosomaler Defekt der Makrophagen (MAEDA 1993; RICKERT et al.
2000) zugrunde. Möglicherweise lag bei diesem Tier auch eine gastrointestinale
Infektion mit nachfolgender Septikämie und Besiedelung multipler Organe inklusive
des ZNS vor. Des Weiteren ist denkbar, dass im vorliegenden Fall ursächlich eine
Gefäß-schädigende Grunderkrankung vorlag, aufgrund derer die im Rahmen einer
Septikämie zirkulierenden Bakterien und Bakterien-beladenen Makrophagen in die
perivaskulären Räume und schließlich ins ZNS-Parenchym eindringen konnten.
5.3 Mögliche Ätiologie der ungeklärten Fälle
5.3.1 Infektiöse Ursachen
Aufgrund des retrospektiven Charakters der Studie konnte nicht auf alle diagnostischen Möglichkeiten zur Klärung der nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden zurückgegriffen werden. Insbesondere fehlten häufig eine komplette Anamnese, klinische
und
neurologische
Untersuchungen,
Laboruntersuchung
bezüglich
Erreger-
Serologie, Blut- und Liquorparameter sowie eine molekularbiologische Untersuchung von Frischmaterial. Die Ergebnisse solcher Untersuchungen sind jedoch oft169
5 DISKUSSION
mals notwenig, um eine ätiologische Diagnose stellen zu können (BRAUND 1980). Es
ist deshalb nicht auszuschließen, dass trotz eines negativen immunhistochemischen
Ergebnisses der entsprechende Erreger Ursache der Veränderung war. Unter Umständen handelt es sich bei den zu beobachtenden entzündlichen Veränderungen um
Residuen einer Infektion mit bereits aus dem ZNS eliminiertem Erreger. Ebenfalls
denkbar ist, dass die im ZNS vorhandene Menge eines Erregers unterhalb der immunhistologischen Nachweisegrenze lag. Möglicherweise gelänge in derartigen Fällen der Nachweis viraler DNA bzw. RNA mittels in-situ-Hybridisierung oder PCR
bzw. RT-PCR.
Zusätzlich sind weitere Erreger als Auslöser nicht-eitriger Meningoenzephalitiden
bei Hunden bzw. Katzen beschrieben, auf deren Vorhandensein im Rahmen dieser
Studie nicht untersucht worden ist.
So wird bei der Ehrlichiose des Hundes vereinzelt eine Beteiligung des ZNS in Form
einer lymphohistiozytären oder granulozytären Meningoenzephalitis beobachtet
(GLAUS und JAGGY 1992; MARETZKI, FISHER und GREENE 1994). Experimentell
mit Ehrlichia canis infizierte Hunde zeigen regelmäßig eine lymphohistiozytäre Meningoenzephalitis (PANCIERA, EWING und CONFER 2001). Aufgrund einer niedrigen Inzidenz von Ehrlichien in Deutschland ist davon auszugehen, dass sie keine
entscheidende Rolle in der Pathogenese der nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden im
hier untersuchten Epidemiologiegebiet spielen (HILDEBRANDT et al. 2002).
Auch bei Hunden mit einer Leptospiren-Infektion werden neurologische Störungen
beobachtet, die auf eine mögliche ZNS-Beteiligung in Form einer Meningitis hinweisen (RENTKO et al. 1992). Leptospirose fällt klinisch in der Regel entweder durch einen ausgeprägten Ikterus oder akute Blutungen auf (LANGSTON und HEUTER
2003). Derartige Veränderungen zeigten sich lediglich bei einem der 56 untersuchten
Hunde in Zusammenhang mit einem Leptospiren-Antikörpertiter von < 1:100. Möglicherweise standen die histopathologischen Veränderungen im ZNS dieses Hundes
in Zusammenhang mit einer akuten Leptospiren-Infektion. Für die verbleibenden 55
untersuchten Hunde ist mit hoher Wahrscheinlichkeit davon auszugehen, dass dieser Erreger allenfalls eine untergeordnete Rolle für das Auftreten nicht-eitriger Meningoenzephalitiden spielt.
170
5 DISKUSSION
Beim Hund werden im Zusammenhang mit Borrelien-Infektionen lymphohistiozytäre Meningitiden und vereinzelt auch Enzephalitiden beobachtet. In der Regel zeigen
diese Hunde zusätzlich eine Lahmheit bzw. Polyarthritis. Ein Erreger-Nachweis im
ZNS steht bislang aus (MANDEL, SCHNEIDER und BOSLER 1993; CHANG et al.
2001; LITTMAN 2003). Nur einer der 56 untersuchten Hunde wies vorberichtlich
bzw. bei der pathologisch-anatomischen Untersuchung derartige Symptome bzw.
Befunde auf. Daher kann die Wahrscheinlichkeit des Vorkommens Borrelienbedingter nicht-eitriger Meningoenzephalitiden innerhalb der untersuchten Hundegruppe als niedrig eingestuft werden. Aufgrund fehlender kommerziell erhältlicher,
paraffin-gängiger Antikörper konnte die Inzidenz von Borrelien-Antigen im ZNS
nicht untersucht werden.
BREITSCHWERDT et al. (1999) beschreiben neurologischer Symptome bei experimentell mit Bartonella henselae infizierten Katzen und isolieren Bartonella henselaeDNA aus dem histopathologisch unveränderten ZNS dieser Tiere. Keine der innerhalb dieser Studie untersuchten Katzen mit nicht-eitriger Meningoenzephalitis wurde vorberichtlich auf eine Infektion mit Bartonellen untersucht. Die klinischen Symptome bei der Bartonellose können sehr unterschiedlich sein (GUPTILL 2003). Daher
lässt sich auf Basis der zur Verfügung stehenden anamnestischen Daten keine Aussage bezüglich der Wahrscheinlichkeit des Vorkommens von Bartonella henselaeInfektionen innerhalb der untersuchten Katzengruppe treffen. Aufgrund fehlender
kommerziell erhältlicher Antikörper konnte die Inzidenz von Bartonellen-Antigen
im ZNS von Katzen im Rahmen dieser Studie nicht untersucht werden.
Bei etwa 30% der natürlich mit FIV infizierten Katzen werden histopathologisch
ebenfalls lymphozytäre Enzephalitiden beobachtet (GUNN-MOORE et al. 1996). Der
Nachweis von FIV-Infektionen wird üblicherweise mittels Antikörpernachweis im
Serum geführt. Von 5 vorberichtlich serologisch auf das Vorhandensein von FIVAntikörpern untersuchten Katzen aus der untersuchten Katzengruppe (n=34) wies
keine ein positives Resultat auf. Obwohl die Abwesenheit spezifischer SerumAntikörpern eine FIV-Infektion des ZNS nicht komplett ausschließt (GUNN-MOORE
et al. 1996), spielen FIV-Infektionen in der vorliegenden Studie somit wahrscheinlich
eine untergeordnete Rolle. Der Nachweis von FIV-Antigen mittels monoklonaler An-
171
5 DISKUSSION
tikörper gelingt aufgrund möglicher latenter Infektionen bzw. einer häufig beobachteten antigenischen Varianz des FIV oftmals nicht (CAMPELL und ROBINSON
1998). Aus diesem Grund und infolge fehlender kommerziell erhältlicher Paraffingängiger Antikörper konnte die Inzidenz von FIV-Antigen im ZNS von Katzen im
Rahmen dieser Studie nicht untersucht werden.
5.3.2 Nicht-infektiöse Ursachen
Da trotz Untersuchung auf 13 verschiedene Viren, Prion ProteinSC und 4 bakterielle
Erreger lediglich 25% beim Hund bzw. 38% der nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden bei der Katze im Rahmen der vorliegenden Studie geklärt werden konnte, spielen möglicherweise nicht-infektiöse Ursachen eine wesentlich größere Rolle als bislang angenommen.
Für die GME des Hundes und die Pug Dog Enzephalitis wird bereits ein autoimmuner
Mechanismus diskutiert (KIPAR et al. 1998; UCHIDA et al. 1999). Es gibt auch Vermutungen hinsichtlich einer hereditären Genese sowohl der Pug Dog Enzephalitis als auch
der nicht-eitrigen Meningoenzephalitis der Greyhounds (CALLANAN et al. 2002;
HINRICHS, TOBIAS und BAUMGÄRTNER 1996; UCHIDA et al. 1999). Eine weitere
mögliche Ursache für nicht-eitrige Meningoenzephalitiden stellen Intoxikationen dar
(LEE, HARDIMAN und O`CONNEL 2002). Es ist nicht auszuschließen, dass auch einem Teil der nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden dieser Studie solche Mechanismen zugrunde liegen. Ebenfalls denkbar ist, dass aufgrund einer Erhöhung der Permeabilität der Blut-Hirn-Schranke aus anderen Gründen, z.B. unter dem Einfluss von
Prostaglandinen und Zytokinen wie Interleukin-1, Interleukin-6 oder TNF-α bei Fieber, im Blut zirkulierende Entzündungszellen ins ZNS übergehen (REISS et al. 2000).
Beim Menschen werden im Rahmen paraneoplastischer Erkrankungen lymphozytäre,
perivaskuläre und parenchymatöse Infiltrate überwiegend in der grauen Substanz
des ZNS beobachtet (SCARAVILLI et al. 1999). Bei Hunden ist bezüglich des Nervensystems bislang lediglich von paraneoplastischen Polyneuropathien berichtet
worden (WAGNER 2002; BRAUND et al. 1990). Obwohl derartige Syndrome mit
ZNS-Manifestation bei Tieren bislang nicht bekannt sind, kann das Vorliegen solcher
Mechanismen nicht ausgeschlossen werden (BRAUND 1990; SUMMERS, CUM-
172
5 DISKUSSION
MINGS und DE LAHUNTA 1995). Lediglich bei einem in der vorliegenden Studie
untersuchten Tier wurde ein maligner Tumor nachgewiesen. Bei einer Katze, die in
der immunhistochemischen Untersuchung auf EMCV-Antigen spezifische Präzipitate aufwies, wurde ein Nierenzellkarzinom diagnostiziert. Das Vorliegen eines paraneoplastischen Syndroms kann für diese Katze nicht gänzlich ausgeschlossen werden, die Wahrscheinlichkeit des Vorliegens derartiger Veränderungen innerhalb der
gesamten untersuchten Tiergruppe erschien aber gering. Im Rahmen dieser Studie
wurde deshalb nicht auf das Vorhandensein anti-neuraler nukleärer Antikörper untersucht. Diese werden beim Menschen und Hund – trotz unklarer Rolle in der Pathogenese – zur Diagnose paraneoplastischer Erkrankungen herangezogen (WAGNER 2002; GIOMETTO, TARALOTO und GRAUS 1999).
173
6 Zusammenfassung
Retrospektive Studie zur ätiologischen Abklärung unklarer nicht-eitriger Meningoenzephalitiden bei Hund und Katze
Stephanie Schwab
Ziel dieser Arbeit war es, mit Hilfe immunhistochemischer und molekularbiologischer Nachweismethoden an Formalin-fixiertem, Paraffin-eingebettetem Material retrospektiv einen Beitrag zur Klärung der Ätiologie nicht-eitriger Meningoenzephalitiden bei Hunden und Katzen zu leisten. Dabei wurden sowohl neue Erreger einbezogen als auch solche, für die bei Hund und/oder Katze bislang keine ZNSManifestation beschrieben ist bzw. die bislang bei diesen Spezies gar nicht nachgewiesen werden konnten.
Es wurden 56 Hunde und 34 Katzen mit ungeklärter nicht-eitriger Meningoenzephalitis auf 18 verschiedene Erreger untersucht. Die Klärung gelang in 14 von 56 Fällen
nicht-eitriger Meningoenzephalitis beim Hund (25,0%) und in 13 von 34 Fällen bei
der Katze (38,2%). Allerdings kann bei einem Teil dieser Fälle trotz der eindeutigen
immunhistochemischen Reaktionen keine abschließende Diagnose gestellt werden.
Bei einem Hund fand sich eine Infektion des ZNS mit dem porzinen Herpesvirus-1. 3
Katzen wiesen eine Infektion des ZNS mit dem felinen Infektiöse Peritonitis-Virus
auf. Bei einer Katze konnte E. coli-Antigen im ZNS nachgewiesen werden. Bei einer
weiteren Katze besteht der Verdacht einer FeLV-Infektion des ZNS. 5 Hunde und eine Katze wiesen in Zusammenhang mit ungewöhnlichen neuropathologischen Befunden eine Infektion des ZNS mit Parvovirus auf. Bei den beobachteten Veränderungen handelt es sich um neue, bislang nicht beschriebene Krankheitsbilder der
Parvovirus-Infektion des ZNS bei Hund und Katze. Bei 5 Hunden und 4 Katzen fanden sich immunhistochemisch Hinweise auf eine Infektion des ZNS mit dem West
Nile-Virus, die mittels RT-PCR jedoch nicht verifiziert werden konnten. Bei einem
Hund konnte neben immunhistochemischen Präzipitaten bei der Untersuchung auf
WNV-Antigen zusätzlich eine Infektion mit kaninem Parainfluenzavirus im ZNS
nachgewiesen werden. Bei einem weiteren der Hunde und einer der Katzen mit immunhistochemischen Präzipitaten bei der Untersuchung auf WNV-Antigen, fanden
175
6 ZUSAMMENFASSUNG
sich immunhistochemisch zusätzlich Hinweise auf eine Infektion des ZNS mit dem
Enzephalomyokarditisvirus. Immunhistochemische Hinweise auf eine Infektion des
ZNS mit dem Enzephalomyokarditisvirus fanden sich bei weiteren 3 Hunden und 3
Katzen.
In Anbetracht der immunhistochemischen Reaktionen beim Nachweis von West Nile-Virus- und Enzephalomyokarditisvirus-Antigen, der mit ihnen in Zusammenhang
stehenden histopathologischen Veränderungen, des negativ verlaufenen molekularbiologischen Nachweises von WNV-spezifischer RNA im ZNS sowie der epidemiologischen Situation in Deutschland erscheinen sowohl eine Infektionen mit dem West
Nile-Virus als auch eine mit dem Enzephalomyokarditisvirus fraglich.
In der vorliegenden Studie werden im ZNS von Hund und Katze sowohl bekannte
Erreger nicht-eitriger Meningoenzephalitiden nachgewiesen als auch neue Krankheitsbilder der Parvovirus-Infektion des ZNS beschrieben. Insbesondere die immunhistochemischen Reaktionen beim Nachweis von West Nile-Virus- und Enzephalomyokarditisvirus-Antigen werfen Fragen bezüglich eines möglicherweise zugrunde
liegenden „Molecular Mimicry“ auf und bedürfen weitergehender Untersuchungen.
176
7 Summary
Retrospective study on the etiological causes of non-suppurative meningoencephalits of unknown origin in dogs and cats
Stephanie Schwab
Aim of this study was to determine the cause of 90 cases of non-suppurative meningoencephalits of to date unknown etiology in dogs and cats by immunohistochemistry, in-situ-hybridization and PCR using formalin-fixed, paraffin-embedded tissue.
New infectious agents were included as well as such, which have to date not been
demonstrated in canine or feline CNS tissue respectively which are not known to infect dogs and/or cats at all.
56 dogs and 34 cats with non-suppurative meningoencephalits of unknown etiology
were examined for the presence of 18 different infectious agents. In 14 out of 56
(25,0%) cases in dogs and 13 out of 34 (38,2%) cases in cats an infectious agent could
be determined in the central nervous system. In spite of clear immunohistochemical
reactions, in a few of those cases the final etiologic diagnosis remains to be elucidated.
One dog showed an infection with porcine herpesvirus-1 in the CNS. In 3 cats the feline infectious peritonitis virus was determined in the CNS. In one cat E. coli-antigen
was detected in the CNS. In one cat an infection of the CNS with the feline leukemia
virus is suspected. In 5 dogs and one cat a parvovirus infection with unusual neurophathological findings was evident in the CNS. The observed lesions represent a
new, so far not described disease pattern of parvovirus infections of the CNS of dogs
and cats. Immunohistochemically, 5 dogs and 4 cats showed sings of an infection
with the West Nile virus. These findings could not be verified by RT-PCR for the detection of WNV-specific RNA. In one of the dogs with signs of West Nile virus infection, an infection of the brain with the canine parainfluenzavirus was proven as well.
Further more, one dog and one cat with signs of West Nile virus infection additionally showed immunohistochemical reactions specific for encephalomyocarditisvirus.
Those signs for infection with encephalomyocarditisvirus were also found in 3 other
dogs and 3 other cats.
177
7 SUMMARY
Considering the histopathological and immunohistochemical findings as well as the
negative results in RT-PCR for the detection of WNV-specific RNA and the epidemiological situation in Germany both the infections with the West Nile virus and those
with the encephalomyocarditisvirus remain questionable.
This study provides evidence for infections of the CNS of dogs and cats with known
causative agents and describes a new disease pattern of parvovirus infections in the
CNS of dogs and cats. Especially the immunohistochemical reactions for West Nile
virus and encephalomyocarditisvirus need to be further investigated concerning a
possibly underlying molecular mimicry.
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213
S 612/98
S 1172/98
S1266/98
S 1376/98
2
3
4
5
H
H
H
H
H
ART
N R.
S 23/98
TIER-
ARCHIV-
1
TIERNR.
gen
M
M
M
W
M
SEX
Sennenhund
Berner
Mix
n.b.
Sennenhund
Berner
n.b.
RASSE
7J
4M
21T
2J
3J
ALTER
stammenzephalitis mit ggr., fokaler,
lymphohistiozytärer Meningitis
der Temporalismuskulatur
Hgr., multifokale, lymphohistiozytäre Hirn-
rechts, dann Seitenlage, hgr. Atrophie
Für 2 Wochen Ataxie, Fallen nach
läre, lymphohistiozytäre Polioenzephalitis
re Leukomyelitis und ggr., fokale perivasku-
ningitis, hgr., multifokale, lymphohistiozytä-
Hgr., generalisierte, lymphohistiozytäre Me-
ningitis
Progressive Ataxie, Harninkontinenz
Mgr., multifokale, lymphohistiozytäre Me-
ter ebenfalls auffällig
gitis
Mgr., generalisierte, gemischtzellige Menin-
der weißen Substanz des Kleinhirns
tis im Mittelhirn und mgr. Vakuolisierung
gitis, ggr. fokale plasmazelluläre Enzephali-
Ggr., generalisierte, plasmazelluläre Menin-
HISTOPATHOLOGIE
Durchfall, Erbrechen, Wurfgeschwis-
n.b.
n.b.
KLINIK
Keine
Keine
Keine
Keine
Keine
POSITIV
IHC
Tab. 9.1: Tierdaten, klinische Veränderungen, histopathologische Befunde sowie zusammengefasste Ergebnisse der immunhistochemischen Untersuchun-
9 Anhang
214
S 1971/98
S 2619/98
S 2873/98
S 3074/98
S 51/99
7
8
9
10
11
H
H
H
H
H
H
ART
N R.
S 1930/98
TIER-
ARCHIV-
6
TIERNR.
M
W
M
W
W
M
SEX
Landseer
Dackel-Mix
n.b.
Mix
Retriever
Schäferhund
Kanadischer
RASSE
7J
3J
10 M
2J
3J
2J
ALTER
zephalitis (GME)
ventrikuläre, einseitig betonte Meningoen-
lymphohistiozytäre, überwiegend peri-
nenzephalitis
Überempfindlichkeit
Mgr., multifokale, teils granulomatöse, teils
ventrikuläre, lymphohistiozytäre Kleinhir-
V.a. Sulfonamid-Trimethoprim-
blindung
Chorioiditis und mgr., multifokale, peri-
divierende Tonsillitis
Kopfscheu, ataktisch, progressive Er-
Mgr., generalisierte, lymphohistiozytäre
Großhirnrinde
Hgr., nicht-regenerative Anämie, rezi-
Mgr., fokale neuronale Nekrosen in der
dann somnolent, inappetent
tis im Mittelhirn
Schubweise epileptiforme Anfälle,
Mgr., fokale, lymphohistiozytäre Enzephali-
berwiegend im Mittelhirn
tes Allgemeinbefinden
V.a. Morbus Addison
Meningonzephalitis mit mgr. Vaskulitis; ü-
Anfallsweise schweres Erbrechen
Mgr.-hgr., multifokale, plasmahistiozytäre
Hörfähigkeit vermindert, hgr. gestör-
sen im Ammonshorn
Drangwandern
Tonisch-klonische Krämpfe, Seh- und
zephalitis und vereinzelte neuronale Nekro-
Ggr., fokale, lymphohistiozytäre Polioen-
HISTOPATHOLOGIE
zunehmend Krampfneigung, teils
Seit 3 Wochen rezidivierend Durchfall,
KLINIK
IHC
EMCV
WNV,
Keine
Keine
Keine
Keine
PHV-1
POSITIV
9 ANHANG
S 919/99
S 1015/99
S 1863/99
S 1954/99
13
14
15
16
H
H
H
H
H
ART
N R.
S 528/99
TIER-
ARCHIV-
12
TIERNR.
M
M
M
W
W
SEX
Mix
Setter
5M
2M
Halswirbelsäule, knickt z.T. vorne
ningitis mit Leukozytostase
buminämie, DIC, V.a. Parvovirose
Ggr., multifokale, lymphohistiozytäre Me-
tungen
Ikterus, Leptospiren-Ak-Titer < 1:100
tose nach Leukozytopenie, Hypoal-
Meningitis und vereinzelte Parenchymblu-
Fieber, wässriger Durchfall, Leukozy-
Ggr.- mgr., generalisierte, gemischtzellige
Durchfall, unstillbares Erbrechen, hgr.
lomyelits (GME)
läre, teils granulomatöse Meningoenzepha-
Mgr.-hgr., multifokale, lymphoplasmazellu-
2 Tage post SHLP-Impfung blutiger
links ein
bei Dorso- und Ventroflexion der
Unruhe, Bellen, Ataxie, schmerzhaft
ningitis und vereinzelt ggr., perivaskuläre,
fall
lymphohistiozytäre Polioenzephalitis
Ggr., generalisierte, lymphohistiozytäre Me-
enzephalitis
Ggr., fokale, lymphohistiozytäre Kleinhirn-
HISTOPATHOLOGIE
Krämpfe, Dyspnoe, Anorexie, Durch-
teralventrikel
V.a. Abflussstörung im Bereich der La-
Nystagmus
starkes Hecheln, Salivation, Mydriasis,
Zitteranfälle, Taumeln, z.T. Vomitus,
KLINIK
Terrier
8J
14 T
6M
ALTER
land White
West High-
Boxer
pudel
Zwerg-
RASSE
IHC
Keine
Keine
EMCV
Keine
Keine
POSITIV
9 ANHANG
215
216
S 2517/99
S 2909/99
S 2979/99
S 2996/99
18
19
20
21
H
H
H
H
H
ART
N R.
S 2506/99
TIER-
ARCHIV-
17
TIERNR.
M
M
W
M
W
SEX
Collie
Dogge
Bordeaux-
teckel
3M
4M
8,5 J
n.b.
scheln, dann Status epilepticus
Panmeningoenzephalitis
Ggr.- mgr., multifokale, lymphohistiozytäre
töser Meningitis (GME)
nus, zunehmend unruhig,Kreislaufen,
Schreianfälle, kontrahierte Ohrmu-
hirnenzephalitis mit ggr., fokaler granuloma-
on eines hgr. eitrigen, fistelnden Cani-
Seit 2 Wochen sehr schläfrig, Extrakti-
phagie
Krämpfe, Polydipsie, -urie und -
Hgr., konfluierende, granulomatöse Klein-
ventralen Kerngebieten des Stammhirns
laufen, Reanimation nach Narkosezwischenfall, dann 4 Tage Koma, dann
Ammonshorn und mgr. Malazie in den
Mgr., fokale, histiozytäre Enzephalitis im
ggr., hististiozytäre Polioenzephalitis
re Meningitis und Chorioiditis, vereinzelt
Ggr., generalisierte, überwiegend histiozytä-
Verhaltensänderung: Unruhe, Kreis-
Seit Jahren epileptische Anfälle, dann
fällig Euthanasie wegen Aggression
länder
Langhaar-
gressiv, in Klinik neurologisch unauf-
Paradoxes Verhalten, phasenweise ag-
Münster-
2J
rer Meningitis und Vaskulitis
Kontrolluntersuchung
kleiner
Kleinhirn mit ggr., fokaler lymphohistiozytä-
Prednisolon, Tier verstirbt vor der
demyelinisierende Enzephalitis in Groß- und
Ggr., multifokale, überwiegend histiozytäre,
HISTOPATHOLOGIE
Terrier
Manegebewegung, Unruhe, Umfallen,
KLINIK
Ataxie, CT: V.a. GME, Besserung unter
5J
ALTER
Land White
West High-
RASSE
IHC
Keine
EMCV
Keine
Keine
Keine
POSITIV
9 ANHANG
S 3589/99
S 337/00
S 1092/00
23
24
25
H
H
H
H
ART
N R.
S 3119/99
TIER-
ARCHIV-
22
TIERNR.
W
W
M
W
SEX
Dalmatiner
Schäferhund
Deutscher
Chihuahua
Terrier
Yorkshire
RASSE
6J
9J
4,5 J
3M
ALTER
Ammonshorn, ggr.- mgr., multifokale, peri-
Thalliumvergiftung
granulomatöse, teils pyogranulomatöse Meningoenzephalitis in Mittel- und Kleinhirn;
mgr., fokale Myelomalazie und ggr., fokale,
später Ataxie, schlechtes Allgemeinbefinden, hgr. neutrophile Granulozyten
im Liquor, dann Status epilepticus
pyogranulomatöse Periradikuloneuritis
Mgr.-hgr., multifokale, teils konfluierende,
Abszess nach Bissverletzung am Hals,
den Kerngebieten des Mittelhirns
vaskuläre, lymphohistiozytäre Infiltrate in
Großhirn und hgr. neuronale Nekrosen im
Salven-extrasystolie, Nystagmus, V.a.
Akut in Seitenlage, Krampfgeschehen,
Mgr., multifokale neuronale Nekrosen in
ningomyelits (GME)
talis in Narkose
Mgr., multifokale, granulomatöse Panme-
ten der rechten Gliedmaßen, Exitus le-
fäßthrombus im Kleinhirn
Großhirn; hgr., fokale Enzephalomalazie; Ge-
Vereinzelte neuronale Nekrosen fokal im
HISTOPATHOLOGIE
Kreisbewegungen nach links, Überkö-
Schreien, V.a. Staupe
Blutiger Durchfall, dann Dyspnoe,
KLINIK
IHC
Keine
Keine
Keine
Keine
POSITIV
9 ANHANG
217
218
S 1886/00
S 2886/00
S 2945/00
S 250/01
27
28
29
30
H
H
H
H
H
ART
N R.
S 1706/00
TIER-
ARCHIV-
26
TIERNR.
M
W
W
M
W
SEX
Retriever
Golden
Rehpinscher
Terrier
Land White
West High-
Schäferhund
Belgischer
Schäferhund
Deutscher
RASSE
1M
4J
4J
11 T
4J
ALTER
ronale Nekrosen in der Großhirnrinde
großflächiger Haarausfall und
Kolik, kein Kotabsatz, auch bei allen
nekrotisierende Meningoenzephalitis (GME)
Besserung unter Antibiose, plötzlich
generalisierte, granulomatöse Chorioiditis
(GME)
thermie, Herz- und Atemstillstand, Exitus letalis
schwister o.b.B.
gitis im rostralen Großhirn
Ggr., fokale, lymphoplasmazelluläre Menin-
lomatöse Panmeningoenzephalitis und mgr,
dann Seitenlage, Mydriasis, Hypo-
Plötzlich verendet, Mutter und Ge-
Hgr., multifokale bis konfluierende, granu-
Plötzlich kein Standvermögen mehr,
Atemstillstand undExitus letalis
Hgr., multifokale, granulomatöse, teils
Kopfschiefhaltung, Ataxie, zeitweise
Infektion
Geschwistern, V.a. Herpesvirus-
Ggr., multifokale, granulomatöse Meningitis
im Bereich des Großhirns und einzelne neu-
schlechte Futteraufnahme
Ggr., fokale, lymphohistiozytäre Meningitis
Krämpfen nach tagelanger Apathie,
HISTOPATHOLOGIE
Komatös mit tonisch-klonischen
KLINIK
IHC
Keine
Keine
WNV
Keine
Keine
POSITIV
9 ANHANG
S 1126/01
S 759/02
S 802/02
S 969/02
32
33
34
35
H
H
H
H
H
ART
N R.
S 696/01
TIER-
ARCHIV-
31
TIERNR.
M
W
W
M
W
SEX
Chow-Chow
Whippet
Sennenhund
Entlebucher
Collie
Drahthaar
Deutsch
RASSE
6M
4,5 J
2,5 J
9J
1,5M
ALTER
und ggr., fokaler lymphoplasmahistiozytärer
Stammhirnenzephalitis mit ggr., fokaler Meningitis und ggr., fokaler, lymphohistiozytärer Radikuloneuritis
mögen in Hintergliedmaßen, später
Seitenlage mit Nystagmus, V.a. Polyneuropathie, Motoneuron-Disease, Fa-
Ammonshorn sowie ggr., Leukozytostase
thie, Fieber, V.a. Aorten- und Pulmonalstenose, Endokarditis
Ggr., multifokale, neuronale Nekrosen im
Gelegentlich breiiger Durchfall, Apa-
cialislähmung
Mgr., multifokale, lymphohistiozytäre
Juckreiz, Atemnot, z.T. ohne Stehver-
Meningitis
täre Chorioiditis mit ggr. Leukozytostase
zytose, Anämie; verendet
Mgr., generalisierte, lymphoplasmahistiozy-
senausfluss, Fieber, Azotämie, Leuko-
Dyspnoe mit mukopurulentem Na-
nenzephalitis und ggr., multifokale,
lymphoplasmazelluläre Chorioiditis (GME)
Hgr., periventrikuläre, granulomatöse Pa-
tensänderung
Vaskulitis
ggr., generalisierte, lymphohistiozytäre
litis in Großhirn und Ammonshorn sowie
Mgr., multifokale, gemischtzellige Enzepha-
HISTOPATHOLOGIE
Drangwandern, Schwäche, Verhal-
Apathie, Vomitus, Ikterus, Schmerzen
KLINIK
IHC
Keine
Keine
EMCV
WNV
CPIV,
Keine
POSITIV
9 ANHANG
219
220
S 1760/02
S 1770/02
S 1810/02
S 2101/02
E 3813/02
37
38
39
40
41
H
H
H
H
H
H
ART
N R.
S 1304/02
TIER-
ARCHIV-
36
TIERNR.
M
M
M
M
W
M
SEX
Terrier
Yorkshire
Terrier
Jack Russel
Schäferhund
Deutscher
Malamute
Alaskan
schnauzer
Riesen-
Malteser
RASSE
3J
1J
3M
2J
21 T
4M
ALTER
Apathie, Torticollis, Kopfschiefhaltung
Multiple neurologische Ausfälle
n.b.
ropathie des Alaskan Malamute
nische Form der heriditären Polyneu-
Ataxie in der Hinterhand, V.a. subkli-
n.b.
lymphohistiozytäre Poliomeningoenzephali-
nisierung
Stammhirns mit mgr., perifokaler Demyeli-
Enzephalitis in den Kerngebieten des
Hgr., fokale, granulomatöse, perivaskuläre
litis
lymphohistiozytäre Meningoenzephalomye-
Hgr., multifokale, teils konfluierende,
ningitis
Ggr., multifokale, lymphohistiozytäre Me-
Ggr., fokale, histiozytäre Radikuloneuritis
Großhirn
Ggr., fokale, plasmazelluläre Meningitis im
tis
Mgr., fokale, überwiegend perivaskuläre,
thie, progrediente Krampfneigung
HISTOPATHOLOGIE
Kümmert von Geburt an, später Apa-
KLINIK
IHC
Keine
Keine
Keine
Keine
Keine
Keine
POSITIV
9 ANHANG
S 2354/02
S 2628/02
43
44
H
H
H
ART
N R.
S 2344/02
TIER-
ARCHIV-
42
TIERNR.
W
W
W
SEX
Shih-Tzu
n.b.
Retriever
Golden
RASSE
4,5 J
3J
1J
ALTER
zytärer Meningitis und lymphohistiozytärer
links, nicht stehfähig
re, teils konfluierende, lymphohistiozytäre
Enzephalitis in Großhirn und Hirnstamm
leitung für Ovariohysterektomie wegen hgr. vaginaler Blutung
(GME)
mit mgr., fokaler, granulomatöser Meningitis
Hgr., multifokale, überwiegend perivaskulä-
Radikuloneuritis (GME)
herden und ggr., fokale, lymphohistiozytäre
ckenmarks mit ggr., multifokalen Malazie-
stammes und der grauen Substanz des Rü-
lomyelitis in den Kerngebieten des Hirn-
Hgr., multifokale, granulomatöse Enzepha-
Herzstillstand kurz nach Narkoseein-
n.b.
ggr., fokaler, perivaskulärer, lymphohistio-
Krampfanfall, Drangwandern nach
Chorioiditis
malazie in Großhirn und Ammonshorn mit
Hgr., generalisierte, unilaterale Enzephalo-
HISTOPATHOLOGIE
varialzysten Mukometra, dann
1 Jahr lang wechselnde Lahmheit, O-
KLINIK
IHC
Keine
WNV
Keine
POSITIV
9 ANHANG
221
222
S 3342/02
S 3417/02
E 1585/02
E 1586/02
46
47
48
49
H
H
H
H
H
ART
N R.
S 3048/02
TIER-
ARCHIV-
45
TIERNR.
W
M
M
M
M
SEX
Jagdhund
Kretischer
Jagdhund
Kretischer
Mix
Terrier
Yorkshire
Chihuahua
RASSE
6W
6W
10 M
6J
5J
ALTER
stanz des Großhirns und im Kleinhirn mit
Leukozytose
Leukoenzephalitis und ggr., generalisierte
Puppy Syndrom „
mit Betonung des Großhirns
Hypomyelinisierung der weißen Substanz
ningitis, mgr. fokale lymphohistiozytäre
und generalisierter Tremor; „Shaker
Ggr., multifokale, lymphohistiozytäre Me-
myelinisierung der weißen Substanz
Puppy Syndrom „
Hüpfende Bewegung der Hinterhand
ningitis und ggr.-mgr., generalisierte Hypo-
Ggr., multifokale, lymphohistiozytäre Me-
täre Polioenzephalitis
und generalisierter Tremor; „Shaker
Hüpfende Bewegung der Hinterhand
kal mgr., neuronalen Nekrosen im Bereich
gung, dann Status epilepticus
des Ammonshorn und ggr., fokale, histiozy-
Mgr., fokale Polioenzephalomalazie mit fo-
Meningitis
Ggr.- mgr., generalisierte, pyogranulomatöse
monshorns (GME)
Durchfall, progressive Krampfnei-
tetanische Krämpfe, erbricht Blut
Meläna, Abfall der Körpertemperatur,
histiozytäre Enzephalitis in der grauen Sub-
großflächiger Malazie im Bereich des Am-
Hgr., multifokale, perivaskuläre, lympho-
Rechtsdrehung, dann Dauerkrampf,
HISTOPATHOLOGIE
Seit Wochen Krampfanfälle mit
KLINIK
IHC
virus
Parvo-
virus
Parvo-
Keine
Keine
WNV
POSITIV
9 ANHANG
E 3544/02
E 3545/02
S 620/03
51
52
53
H
H
H
H
ART
N R.
E 1587/02
TIER-
ARCHIV-
50
TIERNR.
W
n.b.
n.b.
M
SEX
Terrier
Yorkshire
Jagdhund
Kretischer
Jagdhund
Kretischer
Jagdhund
Kretischer
RASSE
6M
1,5 M
1,5 M
6W
ALTER
und Meningitis in Großhirn und Rücken-
tur, später Ataxie, Streckkrämpfe
mark
teils granulomatöse Panenzephalomyelitis
Mgr., multifokale überwiegend histiozytäre,
histiozytäre Enzephalits
Atrophie der Oberschenkelmuskula-
Habituelle Patalleluxtion beidseits mit
Großhirns, ggr., multifokale, lymphohistio-
Puppy Syndrom „
zytäre Meningitis und mgr., fokale, lympho-
rung der weißen Substanz mit Betonung des
und generalisierter Tremor; „Shaker
Mgr.-hgr., generalisierte Hypomyelinisie-
lymphohistiozytäre Meningoenzephalitis
Puppy Syndrom „
Hüpfende Bewegung der Hinterhand
rung der weißen Substanz, ggr., multifokale,
Ggr.-mgr., generalisierte Hypomyelinisie-
und generalisierter Tremor; „Shaker
Hüpfende Bewegung der Hinterhand
myelinisierung der weißen Substanz mit Be-
Puppy Syndrom „
tonung des Kleinhirns
ningitis und ggr.-mgr., generalisierte Hypo-
Ggr., multifokale, lymphohistiozytäre Me-
HISTOPATHOLOGIE
und generalisierter Tremor; „Shaker
Hüpfende Bewegung der Hinterhand
KLINIK
IHC
Keine
virus
Parvo-
virus
Parvo-
virus
Parvo-
POSITIV
9 ANHANG
223
224
S 911/03
E 2883/03
S 44/98
55
56
57
K
H
H
H
ART
N R.
S 838/03
TIER-
ARCHIV-
54
TIERNR.
W
W
M
M
SEX
Kurzhaar
Europäisch
Terrier
Land White
West High-
Terrier
Jack Russel
Dobermann
RASSE
n.b.
7J
2,5 J
7,5 J
ALTER
granulomatöse, perivaskuläre, teils konfluierende Enzephalitis
Atrophie der Mm. temporales et masseter, Röcheln, kein Kieferschluss
Mgr., generalisierte, pyogranulomatöse Chorioiditis und mgr., multifokale bis konfluierende, pyogranulomatöse, periventrikuläre
Enzephalitis mit mgr. perifokaler Malazie
Drangwandern, Eckendrängen, Hypermetrie, erhöhtes Gesamteiweiß,
Katzenschnupfenkomplex
zündung
Kleinhirn hgr., fokale, granulomatöse Ent-
hirn, Stammhirn und Ammonshorn, im
histiozytäre Meningoenzephalitis in Groß-
Zentral blind, Manegebewegungen,
n.b.
Anfälle, V.a. DIC/Embolie
Mgr., multifokale, perivaskuläre, lympho-
Substanz des Großhirns
gische Ausfälle, Ataxie, Stupor, progressiv bis Koma und epileptiforme
ningoenzephalitis mit Betonung der weißen
Magen entfernt, später akute neurolo-
Durchfall, Vomitus, Fremdkörper aus
Mgr., multifokale, lymphohistiozytäre Me-
ventrikulär akzentuierte, im Kleinhirn hgr.,
möglich
Hgr., multifokale, granulomatöse, peri-
rungen, multiple Kopfnervenausfälle,
HISTOPATHOLOGIE
Kopfschiefhaltung, Koordinationsstö-
KLINIK
IHC
WNV
Keine
Keine
Keine
POSITIV
9 ANHANG
S 331/98
S 1543/98
S 1603/98
S 1944/98
59
60
61
62
K
K
K
K
K
ART
N R.
S 210/98
TIER-
ARCHIV-
58
TIERNR.
W
W
M
W
M
SEX
n.b.
Kurzhaar
Europäisch
Kurzhaar
Europäisch
Kurzhaar
Europäisch
n.b.
RASSE
1J
n.b.
8W
2J
11,5 J
ALTER
lymphohistiozytäre Poliomeningoenzepha-
Speichelfluss, Bronchopneumonie
Ammonshorn und ggr., generalisierte Vakuolisierung der weißen Substanz des Klein-
ckenlage, Lähmung der Hintergliedmaße während der Anfälle
fokale, lymphozytäre Polioenzephalitis und
ratur
ronale Nekrosen in der Großhirnrinde
des Großhirns sowie hgr., generalisierte neu-
hgr. Vakuolisierung der weißen Substanz
Mgr., fokale, lymphozytäre Meningitis; ggr.,
Zentralnervöse Störung, Untertempe-
hirns
Hgr., laminäre, neuronale Nekrosen im
Anfallsweise lautes Klagen, z.T. Rü-
sen im Ammonshorn
lomyelitis und ggr.-mgr., neuronale Nekro-
Hgr., multifokale, vorwiegend perivaskuläre,
ckenmark
sche Körperhaltung
Krampfanfälle mit hgr.
zephalitis mit hgr., fokaler Malazie im Rü-
dann Seitenlage, Anisokorie, spasti-
rinde
näher beschrieben)
Mgr., multifokale, nicht-eitrige, Meningoen-
hgr., histiozytäre Vaskulitis in der Großhirn-
Neurologisch Ausfälle für 3 Wochen,
Ggr., generalisierte, histiozytäre Meningitis;
u. a. "ZNS-Symptome" (Anm.: nicht
HISTOPATHOLOGIE
Ataxie, Kopfschlagen, Blindheit
KLINIK
IHC
WNV
Keine
EMCV
Keine
Keine
POSITIV
9 ANHANG
225
226
S 177/99
S 1936/99
S 2873/99
S 3288/99
S 59/00
64
65
66
67
68
K
K
K
K
K
K
ART
N R.
S 3046/98
TIER-
ARCHIV-
63
TIERNR.
W
n.b.
W
W
W
W
SEX
n.b.
Kurzhaar
Europäisch
Kurzhaar
Europäisch
Kurzhaar
Europäisch
Kurzhaar
Europäisch
n.b.
RASSE
6M
3M
9,5 J
10 J
n.b.
n.b.
ALTER
Hirnstammenzephalitis
Klappengeräusche Schock, plötzlich
goenzephalitis
son nach Kontakt mit Katze an Meningitis erkrankt
Ggr., multifokale, histiozytäre Poliomenin-
Progressives Taumeln, Speicheln, Per-
umgefallen, V.a. Endotoxinschock
Ggr.- mgr., multifokale, granulomatöse
Großhirnrinde
ningitis und hgr. Satellitose im Bereich der
Herz galoppierend, systolische
Apathie, Speichelfluss
Ggr., multifokale, lymphohistiozytäre Me-
ningoenzephalitis im Großhirn
rechts
Störungen seit 10 Tagen, UV Niere
hirn
letalis, V.a. Lungenembolie
Ggr., multifokale, gemischtzellige Panme-
goenzephalitis in Großhirnrinde und Mittel-
V.a. zentrale Blindheit, neurologische
Ggr., multifokale, granulomatöse Menin-
nächst guter Allgemeinzustand, Exitus
periventrikuläre Enzephalitis
rioiditis und hgr., fokale, pyogranulomatöse,
Hgr., generalisierte, pyogranulomatöse Cho-
HISTOPATHOLOGIE
Nach OP einer Zwerchfellruptur zu-
Erbrechen, dann plötzlich verstorben
KLINIK
IHC
Keine
Keine
FeLV
EMCV
Keine
Keine
POSITIV
9 ANHANG
S 457/00
S 1619/00
S 3127/00
70
71
72
K
K
K
K
ART
N R.
S 229/00
TIER-
ARCHIV-
69
TIERNR.
n.b.
W
W
W
SEX
n.b.
Kurzhaar
Europäisch
Kurzhaar
Europäisch
Perser
RASSE
Kleinhirnenzephalitis
direkter Kontakt zu Foxterrier mit
Rezidivierendes Erbrechen, blutigschleimiger Durchfall, verendet
14 T
lymphohistiozytäre Polioenzephalitis
ningitis, ggr. multifokale, perivaskuläre,
Ggr.-mgr., multifokale, gemischtzellige Me-
ningitis und ggr., multifokale, perivaskuläre
Ataxie mit Zurückstrecken des Kopfes,
ähnlichen Symptomen
Ggr., multifokale, lymphohistiozytäre Me-
Kleinhirn
monshorn, mgr. Parenchymblutungen im
lymphohistiozytäre Enzephalitis im Am-
läre Meningitis im Großhirn; ggr., fokale,
Ggr.-mgr., multifokale, lymphoplasmazellu-
Meningitis; hgr., fokale meningeale Blutung
Ammonshorn; hgr., fokale, fibrinös-eitrige
Hgr., laminäre, neuronale Nekrosen im
HISTOPATHOLOGIE
Plötzlich Krampfanfälle, Kopfwackeln,
Progressive Hinterhandlähmung
Plötzlich aggressiv, Speicheln
KLINIK
ca.
14 T
n.b.
3,5 J
ALTER
IHC
Keine
virus
Parvo-
Keine
WNV
POSITIV
9 ANHANG
227
228
S 3196/00
S 3784/00
S 437/01
74
75
76
K
K
K
K
ART
N R.
S 3181/00
TIER-
ARCHIV-
73
TIERNR.
M
M
M
M
SEX
Kurzhaar
Europäisch
n.b.
n.b.
Kurzhaar
Europäisch
RASSE
7J
juvenil
5J
n.b.
ALTER
Meningoenzephalitis mit mgr. histiozytärer
Vaskulitis und Leukozytostase mit Betonung
se
goenzephalitis in Groß- und Stammhirn,
Leukozytostase in Meninx
tis,
Toxoplasma-Ak-Titer 1:1024, V.a. To-
ggr., fokaler lymphohistiozytärer Meningitis
Speicheln
ningoenzephalomyelitis
ße, dann progressiv sich zur Tetrapa-
FSE
venausfälle, Liquor und CT o.b.B., V.a.
rese verschlechternd, dann Kopfner-
Mgr., multifokale, lymphohistiozytäre Me-
Lähmung der linken Vordergliedma-
lymphohistiozytäre Polioenzephalitis
und ggr., multifokale, perivaskuläre,
Hgr., generalisierte, neuronale Nekrosen mit
Akut Krämpfe, Ruderbewegungen,
xoplasmose
Ggr., multifokale, gemischtzellige Menin-
Blutiger Durchfall, Dyspnoe, Hepati-
onslose Parasitenzysten im parietalen Cortex
der grauen Substanz des Großhirns, 3 reakti-
Mgr., multifokale, überwiegend histiozytäre
unstillbare Blutung, hgr. Granulozyto-
HISTOPATHOLOGIE
Bei Abzess-OP seitliche Brustwand
KLINIK
IHC
Keine
Keine
FIPV
Keine
POSITIV
9 ANHANG
S 845/01
S 1038/01
S 1999/01
S 2356/01
78
79
80
81
K
K
K
K
K
ART
N R.
S 721/01
TIER-
ARCHIV-
77
TIERNR.
W
M
W
M
M
SEX
Perser
n.b.
Colour
n.b.
Kurzhaar
Europäisch
RASSE
5J
adult
6J
adult
6,5 J
ALTER
Stammhirnenzephalitis mit ggr., generalisierter Vakuolisierung der weißen Substanz des
norexie, Ikterus, beidseits hgr. Nasenausfluss, V.a. hämolytische Anämie
Enzephalitis mit Betonung des Stammhirns
und ggr., generalisierter, pyogranulomatöser
der Nasenausfluss, röntgenologisch
verdichtete Lunge, Kachexie
mit ggr., fokaler, histiozytärer Meningitis
o.b.B., plötzliches Röcheln, Speicheln,
Torkeln, Exitus letalis
Ggr., generalisierte, histiozytäre Chorioiditis
3 Tage vermisst, bei Heimkehr noch
Meningitis
Mgr.-hgr., multifokale, pyogranulomatöse
Koordinationsstörungen, übelriechen-
zellulärer Meningitis
Kleinhirns und ggr., fokaler, lymphoplasma-
Ggr., multifokale, lymphoplasmazelluläre
1 Woche nach Impfung apathisch, A-
litis
läre Stamm- und Kleinhirnmeningoenzepha-
Ggr.-mgr., multifokale, lymphoplasmazellu-
gitis
n.b.
Ggr., generalisierte, gemischtzellige Menin-
Harnwegsinfekt
HISTOPATHOLOGIE
1 Woche Apathie, Anämie, V.a.
KLINIK
IHC
Keine
EMCV
WNV,
Keine
Keine
Keine
POSITIV
9 ANHANG
229
230
S 3563/01
S 3612/01
83
84
K
K
K
ART
N R.
S 3425/01
TIER-
ARCHIV-
82
TIERNR.
M
M
M
SEX
Kurzhaar
Europäisch
Maine Coon
n.b.
RASSE
1,5 J
14 T
5M
ALTER
ningitis und ggr., multifokale, gemischtzelli-
histiozytäre Kleinhirnenzephalitis
ter mit Dyspnoe, purulentem Nasen-
n.b.
Abdomen verendet
tem
nale Nekrosen in der Großhirnrinde
zephalitis und multifokal mgr.-hgr., neuro-
re, periventrikulär akzentuierte Leukoen-
Mgr., multifokale, lymphoplasmahistiozytä-
ningitis und ggr., perivaskuläre, lympho-
zweier Welpen, mehrere Welpen spä-
ausfluss, Inappetenz und schmerzhaf-
Ggr., mulifokale, lymphohistiozytäre Me-
Kaiserschnitt nach normaler Geburt
rienrasen in Parenchym und Gefäßen
ge Kleinhirnenzephalitis, stellenweise Bakte-
Ggr.-mgr., multifokale, gemischtzellige Me-
che Exitus
HISTOPATHOLOGIE
Durchfall, Ikterus, Fieber; nach 1 Wo-
KLINIK
IHC
FIPV
Keine
E. coli
POSITIV
9 ANHANG
S 229/02
S 1583/02
S 2388/02
S 3429/02
86
87
88
89
K
K
K
K
K
ART
N R.
S 3800/01
TIER-
ARCHIV-
85
TIERNR.
M
W
W
W
M
SEX
Kurzhaar
Europäisch
Kurzhaar
Europäisch
n.b.
Siam
Kurzhaar
Europäisch
RASSE
6J
11 J
n.b.
10 J
adult
ALTER
histiozytäre Meningitis
wel Disease“ seit 7 Monaten, Diabetes
histiozytäre Enzephalitis in Klein- und
Stammhirn
Behandlung besser, aber Sensibilitässtörung, nach Monaten Myopathie
lich Schwäche und Atemnot, verendet
mit Läsion des Nervus radialis, plötz-
hgr., größtenteils konfluierende, lympho-
Hinterhandlähmung, unterkühlt, nach
mellitus
Ggr., multifokale, perivaskuläre, lympho-
Pankreatitis, V.a. „Inflammatory Bo-
sierte Sklerose des Ammonshorns
liomeningoenzephalitis und mgr., generali-
Ggr., fokal mgr., lymphoplasmazelluläre Po-
täre Meningitis
n.b.
Mgr., fokale, perivaskuläre, lymphohistiozy-
V.a. trockene Form der FIP
nenzephalitis
ggr., fokale, lymphohistiozytäre Stammhir-
ter, lymphohistiozytärer Meningitis und
Stammhirnenzephalitis mit ggr., generalisier-
Ggr.-mgr., generalisierte, lymphohistiozytäre
HISTOPATHOLOGIE
Chronische Atemswegserkrankung;
Akut blind, ataktisch
KLINIK
IHC
Keine
Keine
Keine
EMCV
Keine
POSITIV
9 ANHANG
231
232
K
ART
N R.
S 217/03
TIER-
ARCHIV-
M
SEX
Kurzhaar
Europäisch
RASSE
6M
ALTER
tis, hgr., generalisierte, gemischtzellige Chorioiditis und gerningradige, fokale peri-
noe
ventrikuläre Enzephalitis im Kleinhirn
Hgr., multifokale, gemischtzellige Meningi-
schübe, seit Welpenalter, ggr. Polyp-
HISTOPATHOLOGIE
Seit Monaten teils apathisch, Fieber-
KLINIK
IHC
FIPV
POSITIV
m: männlich; w: weiblich; n.b.: nicht bekannt; T: Tage; W: Wochen; M: Monate; J: Jahre; V.a.: Verdacht auf; ggr.: geringgradig; mgr.: mittelgradig; hgr.: hochgradig; Die Archivnummern entsprechen den Sektionsnummern des Institutes für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover.
90
TIERNR.
9 ANHANG
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
Tier– Tier–
nr.
art
S 2909/99
S 2517/99
S 1863/99
S 1954/99
S 2506/99
S 1015/99
S 528/99
S 919/99
S 51/99
S 1971/98
S 2619/98
S 2873/98
S 3074/98
S 1930/98
S 1376/98
S 612/98
S 1172/98
S1266/98
S 23/98
Archiv– nr.
+
+
++
+
+
++
–
+
++
++
–
–
–
–
+
++
++
+++
Men
+
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Infiltrate
pve pva par
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polio
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polio
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leuko
Lok
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–
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Astr Vas
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Infiltrate
Lymph Plasm Makr Neutr
–
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–
–
–
++
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
degenerative
Veränderungen
Vakuol
Mal
Demyl
Tab. 9.2: Histologische Veränderungen bei Hunden und Katzen mit ungeklärten nicht-eitrigen Meningoenzephalitiden (1998-2003)
Men general.
MH fokal
Men general.
Men multifokal
RM multifokal
GH fokal
Men general.
SH
multifokal
GH fokal;
AH general. (NN)
MH multifokal
MH fokal
GH fokal (NN)
KH multifokal
Plexus general.
gesamtes ZNS
multifokal
KH fokal
Men general.
GH vereinzelt
gesamtes ZNS
multifokal
Men general.
Men multifokal
GH, KH
mutifokal
Men general.
Plexus general.
GH vereinzelt
AH fokal;
SH fokal (Mal)
vorwiegend betroffene
Gehirnareale,
Verteilungsmuster
9 ANHANG
233
234
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
Tier– Tier–
nr.
art
S 969/02
S 1304/02
S 1760/02
S 1770/02
S 1810/02
S 802/02
S 759/02
S 1126/01
S 250/02
S 696/02
S 2945/00
S 2886/00
S 1886/00
S 1706/00
S 1092/00
S 3589/99
S 337/00
S 2979/99
S 2996/99
S 3119/99
Archiv– nr.
–
++
+
–
+
++
–
+
+
–
+++
++
+
+
++
++
–
Men
+
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Infiltrate
pve pva par
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polio
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pan
/
/
pan
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polio
/
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Lok
/
pan
/
–
–
–
–
–
–
–
–
–
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Zusammensetzung der
Infiltrate
Lymph Plasm Makr Neutr
–
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–
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degenerative
Veränderungen
Vakuol
Mal
Demyl
gesamtes ZNS
multifokal
GH multifokal
Plexus general.
GH, Plexus multifokal
Men fokal
GH, AH
multifokal
Plexus general.
Men fokal
SH multifokal
Men fokal
AH multifokal
GH fokal
Men fokal
Radix fokal
Men multifokal
KH konfluierend
GH multifokal
GH general. (NN)
GH fokal (Mal)
RM multifokal
MH mulifokal;
GH, AH alle CA–
Regionen
(NN)
MH, KH,
multifokal;
RM fokal (Mal)
Men fokal;
GH vereinzelt (NN)
Men mutifokal
vorwiegend betroffene
Gehirnareale,
Verteilungsmuster
9 ANHANG
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
K
K
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
Tier– Tier–
nr.
art
S 210/98
S 44/98
E 2883/03
S 911/03
S 838/03
S 620/03
E 1587/02
E 3544/02
E 3545/02
E 1585/02
E 1586/02
S 3342/02
S 3417/02
S 3048/02
S 2628/02
S 2354/02
E 3813/02
S 2344/02
S 2101/02
Archiv– nr.
(+)
+
+
+
–
+
+
+
+
+
+
+/++
–
–
++
+
–
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Men
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Lok
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Infiltrate
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degenerative
Veränderungen
Vakuol
Mal
Demyl
gesamtes ZNS
multifokal
SH fokal
GH, AH general. (Mal);
Men fokal
Plexus general.
SH, RM
multifokal
GH, SH
multifokal
GH, AH
multifokal
Men general.
GH fokal
AH CA–3 (NN)
AH CA–1 (Mal)
Men multifokal
Men multifokal, GH
fokal
Men multifokal
Men multifokal,
Men multifokal, GH
fokal
GH, RM
multifokal
GH, KH
multifokal
GH multifokal
Men general.
GH, AH, SH, KH
multifokal
GH fokal
Plexus general.
Men general.
vorwiegend betroffene
Gehirnareale,
Verteilungsmuster
9 ANHANG
235
236
K
K
K
K
K
K
K
K
K
K
K
K
K
K
K
K
K
K
59
60
61
62
63
64
65
66
67
68
69
70
71
72
73
74
75
76
Tier– Tier–
nr.
art
S 437/01
S 3784/00
S 3196/00
S 3181/00
S 1619/00
S 3127/00
S 457/00
S 2873/99
S 3288/99
S 59/00
S 229/00
S 1936/99
S 177/99
S 3046/98
S 1603/98
S 1944/98
S 1543/98
S 331/98
Archiv– nr.
++
+
+
++
+/++
++
++
+
–
+
+++
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–
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Men
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polio
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polio
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Lok
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NN
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–
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–
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(+)
–
–
–
(+)
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+
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–
–
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–
Zusammensetzung der
Infiltrate
Lymph Plasm Makr Neutr
–
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–
–
–
–
–
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–
–
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+ (KH)
–
+ (KH)
+++
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–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
degenerative
Veränderungen
Vakuol
Mal
Demyl
GH general. (Vas)
gesamtes ZNS
multifokal;
RM fokal (Mal)
GH, RM multifokal
AH CA–4+2 (NN)
AH general. (NN)
GH general. (NN)
Men, GH fok
GH fokal
Plexus general.
GH, MH, Men
multifokal
GH, Men
multifokal
Men multifokal
SH multifokal
GH multifokal
Men fokal;
AH CA–1+2 (NN)
Men multifokal;
AH fokal
KH, Men multifokal
Men multifokal
GH mutifokal
GH, Men
multifokal
GH, SH
multifokal
GH multifokal
Men fokal;
GH general. (NN)
gesamtes ZNS
multifokal
vorwiegend betroffene
Gehirnareale,
Verteilungsmuster
9 ANHANG
K
K
K
K
K
K
K
K
K
K
K
K
79
80
81
82
83
84
85
86
87
88
90
S 217/03
S 2388/02
S 3429/02
S 229/02
S 1583/02
S 3800/01
S 3612/01
S 2356/01
S 3425/01
S 3563/01
S 1999/01
S 1038/01
S 721/01
S 845/01
Archiv– nr.
+++
+
–
++
+
(+)
+
+
++
+
+
+
Men
+
++
+
–
++
–
–
++
++
–
–
–
–
–
–
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–
–
–
–
–
++
–
–
–
–
–
+++ +++
–
+
+
–
+
+
+
+++
++
Infiltrate
pve pva par
–
–
–
–
++ ++
/
/
/
/
polio
/
leuko
/
/
/
/
/
Lok
/
/
–
–
+
–
–
–
–
–
–
–
+
–
–
–
Sat
+
–
–
–
–
+
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
++
Astr Vas
reaktive Veränderungen
–
–
–
–
–
–
+++
–
–
–
–
–
–
–
NN
+
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++
++
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+
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+
+
+
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+
++
+
–
–
–
+
–
+
+
+
(+)
–
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+
+
+
++
++
++
++
++
++
+++
+++
++
+++
+
+
+
+
–
–
–
–
–
–
–
+
–
++
–
+
–
Zusammensetzung der
Infiltrate
Lymph Plasm Makr Neutr
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
+
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
degenerative
Veränderungen
Vakuol
Mal
Demyl
Men general.
KH, SH
multifokal
KH, SH
multifokal
SH, GH, MH
multifokal
Plexus general.
Men, KH multifokal
Men multifokal
KH vereinzelt
GH multifokal
Men general.
C (NN)
Men general.
MH general.
SH fokal
Men fokal
GH fokal;
AH general. (Sklerose)
Men multifokal
SH, KH
vorwiegend betroffene
Gehirnareale,
Verteilungsmuster
Plexus chorioideus,
Men multifokal
Abk.: Men: Meninx; pve: periventrikulär; pva: perivaskulär; par: parenchymatös; Lok: Verteilung der Infiltrate im GH bzw. RM; Sat: Satellitose; Astr: Astrogliose; Vas: Vaskulitis;
Lymph: Lymphozyten; Plasm: Plasmazellen; Makr: Makrophagen; Neutr: neutrophile Granulozyten; NN: neuronale Nekrosen; Vakuol: Vakuolisierung; Mal: Malazie; Demy: Demyelinisierung; GH: Großhirn; MH: Mittelhirn; AH: Ammonshorn; SH: Stammhirn; RM: Rückenmark; Radix: Abgang eines Spinalnerven; Nekr: Neuronennekrosen; (+): vereinzelt; +: geringgradig; ++: mittelgradig; +++ :hochgradig; -: nicht aufgetreten; /: Zuordnung nicht möglich; general.: generalisiert;
89
K
K
77
78
Tier– Tier–
nr.
art
9 ANHANG
237
238
H
H
H
H
H
1
2
3
4
5
art
–
RM
RM
S 1266/98 I
S 1266/98 J
S 1376/98 H GH
–
S 1266/98 H KH, SH
–
–
–
–
S 1172/98 G KH, SH
S 1266/98 G GH, AH, MH
–
S 1172/98 F GH, AH, MH
–
–
KH, SH
S 612/98 K
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
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–
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–
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–
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–
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–
–
–
–
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–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
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–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
n.d.
n.d.
n.d. PAS –
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d. LFB, KEV –
n.d. LFB, KEV –
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
S 1172/98 E GH
GH
S 612/98 I
KH
S 23/98 G
GH, AH, MH
KH, Th
S 23/98 B
S 612/98 J
GH, AH, MH
Lokalisation
S 23/98 F
Tiernr. Tier- Archivnr.
Tab. 9.3: Untersuchungsmaterial und Ergebnisse der immunhistochemischen Untersuchungen und Spezialfärbungen
9 ANHANG
H
H
H
H
H
6*
7
8
9
10
art
–
–
S 2873/98 D SH.
S 3074/98 G KH, SH
–
S 2873/98 C KH, MH
–
–
S 1971/98 H MH
S 2619/98 G KH, SH
–
S 1971/98 E SH.
–
–
S 1971/98 D KH
S 2619/98 E GH,AH,MH
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
+
S 1930/98 D GH, AH
S 1971/98 C GH, AH, MH
–
–
–
–
S 1376/98 L KH, SH
–
S 1930/98 B KH, SH, MH
–
S 1376/98 K MH
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
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–
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–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d. ZN –
n.d.
n.d. ZN, Gro. –
PAS –
n.d. ZN, Gro.,
n.d.
n.d.
n.d. ZN –
n.d.
Giemsa –
n.d. ZN, Gro.,
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
–
Lokalisation
AH
S 1376/98 I
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
239
240
H
H
H
H
H
11*
12
13*
14
15
art
Lokalisation
SH
S 51/99 C2
–
–
S 1863/99 G SH
S 1954/99 M GH, AH, MH
–
KH
S 1863/99 I
–
S 1015/99 F RM
–
–
S 1015/99 D KH, SH
S 1863/99 H GH, AH,MH
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
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–
+
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
+
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
+
–
–
–
–
–
–
–
–
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–
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–
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–
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–
–
–
–
–
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–
–
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–
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–
–
–
–
–
+
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
PAS –
n.d. ZN, Gro.,
n.d.
n.d.
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
S 1015/99 C GH, AH, MH
KH, SH
KH
S 51/99 M
S 528/99 D
GH, AH
S 51/99 C
GH, AH, MH
GH, AH
S 51/99 B
S 528/99 B
GH
S 51/99 A
S 3074/98 H GH, AH, MH
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
H
H
H
H
H
H
16
17
18
19*
20
21
art
Lokalisation
–
–
S 3119/99 C KH
–
S 2996/99 E KH, SH
S 3119/99 B GH, AH, MH
–
–
S 2979/99 B KH, SH
S 2996/99 G GH, AH, MH
–
–
S 2909/99 F KH, SH
S 2979/99 C GH, AH, MH
–
–
S 2517/99 F KH, SH
S 2909/99 H GH, AH, MH
–
–
S 2506/99 H KH, SH
S 2517/99 D GH, AH,MH
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
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–
–
–
–
–
–
–
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
PAS –
n.d. Gro., ZN,
n.d.
n.d. LFB, PAS –
n.d. LFB, PAS –
n.d.
n.d.
ZN, Gro.–
n.d. LFB, PAS,
n.d.
n.d.
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
S 2506/99 F GH, AH, MH
S 1954/99 E KH, SH
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
241
242
H
H
H
H
22
23
24
25
art
–
GH, AH, MH
KH
S 337/00 A
S 337/00 G
–
–
S 1706/00 G KH, SH
–
S 1706/00 Y GH, AH
GH
–
S 1092/00 M KH, SH
S 1706/00x
–
S 1092/00 T GH, KH, SH
–
–
S 337/00 H2 GH
–
S 3589/99 B RM
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
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–
–
–
–
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–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
PAS –
n.d. Gro., ZN,
n.d.
n.d.
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
–
GH, AH
GH, AH
Lokalisation
S 3589/99 A KH, SH
3589/99B1b
S
3589/99B1a
S
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
H
H
H
H
26
27*
28
29*
art
–
–
S 1126/01IV GH
–
S 1126/01III KH, SH
GH, AH, MH
–
S 2945/00 F RM
S 1126/01I
–
S 2945/00 B KH, SH
–
S 2886/00 B KH, SH
–
–
S 2886/00 E MH, AH
S 2945/00 D GH
–
S 2886/00 C GH
–
S 1886/00 C KH, SH
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
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–
–
+
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
+
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
PAS –
n.d. Gro., ZN,
PAS –
n.d. Gro., ZN,
PAS –
n.d. Gro., ZN,
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d. LFB –
n.d.
PAS –
n.d. Gro., ZN,
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
–
Lokalisation
S 1886/00 B GH, MH
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
243
244
H
H
H
H
H
H
H
30
31
32*
33
34
35
36
art
–
–
S 1304/02 F GH, AH, MH
S 1760/02 D GH, KH
–
–
–
–
–
–
–
–
–
S 1304/02 D KH
GH, AH, MH
S 969/02 N
KH
S 802/02 C
KH
SH
S 802/02 D
S 969/02 L
GH, AH, MH
GH, AH, MH
S 759/02 J
S 802/02 B
KH
KH
S 696/02 I
S 759/02 D
GH, AH, MH
S 696/02 G
–
–
GH
S 250/02 V
–
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n.d.
n.d.
n.d.
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n.d.
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färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
–
GH, AH, MH
Lokalisation
S 250/02 IV KH
S 250/02 II
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
H
H
H
H
H
37
38
39
40
41
art
2344/02KH
S
KH
–
–
GH
S
2344/02 li.fr
–
S 2344/02 IX GH, AH, MH
–
E 3813/02 C GH, AH, MH
–
S 2101/02 Y KH
–
–
S 2101/02 E AH, MH
E 3813/02 B KH
–
S 2101/02 B GH
–
S 1810/02 B –
–
S 1770/02 X RM
–
–
S 1770/02 W Spinalgangl.
S 1810/02 A GH
–
S 1770/02 V GH, AH, MH
–
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färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
–
Lokalisation
S 1770/02 U KH
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
245
246
H
H
H
H
H
H
42*
43
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art
–
–
S 2354/02 R KH
S 2354/02 J
–
–
S 2628/02 H KH
S 2628/02 J
E 1585/02 4 GH, AH, MH
–
–
S 3417/02 E AH, MH
–
S 3342/02 G KH
–
–
S 3342/02 F AH, MH
S 3417/02 D GH, KH
–
–
S 3048/02 E KH
S 3342/02 E GH
–
S 3048/02 C GH, AH, MH
GH, MH
–
S 2628/02 G GH, AH, MH
KH
–
S 2354/02 M AH, RM
–
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n.d.
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n.d. ZN –
n.d.
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n.d.
n.d.
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
–
Lokalisation
S 2354/02 C GH
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
H
H
H
H
H
H
48*
49*
50*
51*
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53
art
Lokalisation
–
E 3545/02 J
KH, SH
GH, AH, MH
S 620/03 C
S 620/03 D
E 5212/02 V GH, AH
–
–
–
–
E 5212/02
III
–
E 5212/02 E MH
GH
–
E 5212/02 B KH
KH, SH
–
–
E 3544/02 N KH, SH
E 3545/02 H GH, AH, MH
–
–
E 1587/02 7 KH, SH
E 3544/02 G GH, MH
–
–
E 1586/02 8 KH, SH
E 1587/02 5 GH, AH, MH
–
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n.d. LFB +, PAS –
n.d. LFB +, PAS –
n.d. LFB +, PAS –
n.d. LFB +, PAS –
n.d. LFB +, PAS –
n.d. LFB +, PAS –
n.d. LFB +, PAS –
n.d. LFB +, PAS –
n.d. LFB +, PAS –
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
E 1586/02 1 GH, AH, MH
E 1585/02 8 KH, SH
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
247
248
H
H
H
K
K
54
55
56
57*
58
art
GH, AH, MH
KH,SH.
S 210/98 F
KH,SH.
S 44/98 H
S 210/98 C
GH, AH
–
–
–
–
–
E 2886/03 D KH, SH
S 44/98 F
–
E 2886/03 B GH, AH, MH
–
–
GH, AH, MH
S 911/03 N
–
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Kongo, A-
ZN –
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n.d. ZN, Gro.,
PAS –
n.d. ZN, Gro.,
PAS
n.d. ZN, Gro.,
n.d.
n.d.
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n.d.
n.d.
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
E 2886/03 A KH, SH
KH, SH
GH, AH, MH
S 838/03 M
S 911/03 G
KH, SH
RM
Lokalisation
S 838/03 N
S 620/03 5
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
K
K
K
K
K
K
K
59
60*
61
62*
63
64*
65*
art
–
–
S 2873/99 D GH, AH, MH
S 2873/99 E KH, SH
–
–
S 3046/98 E KH, SH.
S 1936/99 E GH
–
–
S 1944/98 G KH, SH.
S 3046/98 D GH, AH, MH
–
–
S 1603/98 F KH, SH.
S 1944/98 F GH, AH, MH
–
–
S 1543/98 D KH, SH
S 1603/98 E GH,AH,MH
–
S 1543/98 C GH, AH, MH
–
–
KH,SH., GHM
S 331/98 A
–
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–
Gro., PAS –
PAS, Gro. –
PAS, Gro. –
PAS –
PAS –
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
S 1543/98 B GH
GH, AH, MH
SH., GHM
Lokalisation
S 331/98 F
S 210/98 H
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
249
250
K
K
K
K
K
K
K
K
66
67
68*
69
70*
71
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73*
art
Lokalisation
–
–
S 3181/00 D KH
S 3196/00 A GH, AH, MH
–
–
S 3127/00 E KH
S 3181/00 E GH, AH, MH
–
S 3127/00 D GH, AH, MH
–
S 1619/00 D GH, AH, MH
–
–
KH, SH
S 457/00 C
–
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KEV –
KEV –
KEV –
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
S 1619/00 A GH, KH
GH, AH, MH
S 457/00 B
KH, SH
S 229/00 H
GH, AH, KH
S 227/00 C
GH, AH, MH
KH, SH
S 59/00 C
S 229/00 F
GH, AH, MH
S 59/00 B
S 3288/99 D GH, MH
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
K
K
K
K
76
77
78
79*
80
K
K
75
PAS –
K
74
art
Lokalisation
GH, AH, MH
S 1999/01I
S 2356/01G KH, SH
KH, SH
S 1999/01F
–
–
–
–
GH, AH, MH
S 1038/01E
–
–
GH
S 845/01 B
–
–
–
–
–
–
–
–
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–
–
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–
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+
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n.d.
n.d.
n.d.
+
+
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
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–
–
–
–
–
–
Gro., ZN,
LFB –
Giemsa –
Gro., PAS,
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
S 1038/01D KH, SH
KH, SH
S 845/01 A
GH, AH, MH
S 721/01 D
RM
S 437/01 I
GH, KH, SH,
KH, SH
S 437/01 E
S 721/01 C
GH, AH, MH
S 437/01 C
S 3784/00 F GH, AH, MH
S 3196/00 B KH
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
251
252
K
K
K
K
K
K
K
81
82*
83
84*
85
86*
87
art
Lokalisation
–
–
S 3194/01D GH, MH
S 3194/01I
KH
S 229/02 F
S 1583/02 C GH, AH, MH
GH
S 229/02 E
–
–
–
–
S 3800/01 D KH, SH
–
S 3612/01G GH
–
–
S 3612/01D GH, AH, MH
S 3800/01 C GH, AH, MH
–
S 3612/01C KH, SH
–
–
S 3425/01 D GH, AH, MH
S 3563/01 B GH,AH,MH,KH
–
S 3425/01 C KH, SH
RM
–
–
–
+
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
+
–
–
–
–
–
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+
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–
+
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–
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–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
–
–
–
–
–
–
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–
–
–
–
–
–
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–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
KEV, PAS –
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
S 3194/01A KH, SH
S 2356/01H GH, AH, MH
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
K
K
89
90*
GH, AH, MH
–
–
S 3429/02 H KH
S 217/03 D
–
–
S 2388/02 G KH
S 3429/02 G GH, AH, MH
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
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–
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–
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–
–
+
–
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–
–
–
–
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–
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–
–
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–
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–
–
–
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–
–
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–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
färbungen
PHV E.c. BDV CPI Chl. EMCV FIP PrPsc FSME L.m. Myc. PV CDV TW WNV CAV CHV FeLV Spezial–
S 2388/02 F GH, AH, MH
S 1583/02 E KH
Lokalisation
*: bei positivem IHC-Ergebnis wurden alle vorhandenen Paraffin-Blöcke von ZNS und Organen untersucht H: Hund; K: Katze; GH: Großhirn; AH: Ammonshorn; MH: Mittelhirn;
KH: Kleinhirn; SH: Stammhirn; RM: Rückenmark; -: negativ; +: positiv; n.d.: nicht durchgeführt; E.c.: E.coli; Chl.: Chlamydia spp.; L.m.: Listeria monocytogenes; Myc.: Mycoplasma
spp.; PV: Parvovirus; TW: Tollwutvirus; PAS: Periodic-Acid-Schiff-Färbung; Gro.: Grocott-Färbung; ZN: Ziehl-Neelsen-Färbung; KEV: Kresylecht-Violett-Färbung; LFB: Luxol Fast
Blue-Färbung; Die Blocknummern entsprechen den Sektionsnummern des Institutes für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover.
K
88
art
Tiernr. Tier- Archivnr.
9 ANHANG
253
9 ANHANG
9.1 Kontrolltiere
Hund, S 3326/02 : Sialoadenitis, ZNS ohne besonderen Befund
Katze, S 2172/02: Verdacht auf Polycythaemia vera, ZNS ohne besonderen Befund
Katze, S 770/02: feline infektiöse Peritonitis
Hund, S 1891/02: Staupe
Pferd, 532/01: Tollwut
Hund, S 512/98: Morbus Aujeszky
Maus, V 14/01: Borna Disease
Maus, ohne Bezeichnung: Frühsommer-Meningoenzephalitis
Krähe, DO-32981 A: West Nile-Virus-Infektion
Hund, S 1172/98: Parvovirose
Katze, S 1320/02: Herpesvirus-Infektion
Katze, S 1596/02: feline Leukose
Schwein, ohne Bezeichnung: Enzephalomyokarditisvirus-Infektion
Frettchen, 2397-2/87: kanine Parainfluenza
Schaf, ohne Bezeichnung: Scrapie
Schaf, S 1891/02: Listeriose
Ratte, II LNH: Chlamydien-Infektion
Rind, S 3376/99: Mykoplasmen-Infektion
254
9 ANHANG
9.2 Lösungen und Puffer
9.2.1 Lösungen und Puffer für Immunhistochemie
9.2.1.1 Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)
40 g NaCl und 8,97 g NaH2PO4 wurden in 5 Litern Aqua dest. aufgelöst und mit 1 M
Natronlauge auf pH 7,1 eingestellt.
9.2.1.2 Proteinase K-Puffer (PK-Puffer)
In 400 ml Aqua dest. wurden 30,28 g Tris ultra rein, 1,46 g EDTA und 20 ml Tween
20
aufgelöst, auf pH 8,3 eingestellt und dann auf 500 ml aufgefüllt. Diese Stammlösung
wurde
1:10 mit Aqua dest. verdünnt benutzt.
9.2.1.3 Citratpuffer
2,1 g Citronensäure-Monohydrat wurden in 1 l Aqua dest. aufgelöst und auf pH 6,0
eingestellt.
9.2.1.4 Antikörperadsorbtion für anti-p24-Antikörper zum Nachweis von BDVAntigen
Der anti-p24-Ak zum Nachweis von BDV muss vor Gebrauch an Rattengehirnpulver
adsorbiert werden.
Ak mit PBS verdünnen.
Gleiche Menge PBS mit 1 mg/ml Rattengehirnpulver versetzen, 5 Min. vortexen, 10
Min. bei 1500 U/Min. zentrifugieren, Überstand verwerfen.
Ak-Verdünnung zu dem angefeuchteten Rattengehirnpulver dazugeben, 5 Min. vortexen, 10 Min. bei 1500 U/Min. zentrifugieren.
Überstand erneut zentrifugieren und dann zur Inkubation verwenden.
255
9 ANHANG
9.2.2
Lösungen und Puffer für die in-situ-Hybridisierung
Alle Puffer und Lösungen werden, soweit nicht anders angegeben, bei 120°C und 0,3
atü für 20 Min. autoklaviert.
9.2.2.1 Aqua bidest./Diethylpyrocarbonat-behandelt (DEPC)
1 ml DEPC-Reinsubstanz
ad 1000 ml Aqua bidest.
9.2.2.2 PBS
s. IHC aber mit Aqua bidest. ohne DEPC
9.2.2.3 Standard Saline Citrate (SSC)
175,3 g NaCl
88,2 g tri-Natrium-di-Hydrat
800 ml A. bidest. ohne DEPC
pH 7,0 einstellen, auf 1000 ml auffüllen
9.2.2.4 Puffer 1
12,11 g Tris-HCl
8,77 g NaCl
1000 ml A. bidest. ohne DEPC
pH 7,5
9.2.2.5 Puffer 2 (Blockierungsreagenz)
1,2 ml normales Schafserum
1,8 ml 10%iges Triton-X-100
60 ml Puffer 1
9.2.2.6 Puffer 3
12,11 g Tris-HCl
256
9 ANHANG
5,84 g NaCl
10,17 g MgCl2 + 6H2O
1000 ml A. bidest. ohne DEPC
pH 9,5 vor MgCl2-Zugabe einstellen!
Nicht autoklavieren, sondern steril filtrieren (MgCl2 fällt sonst aus)!
9.2.2.7 Puffer 4
1,12 g Tris-HCl
0,37 g EDTA-Na2
1000 ml A. bidest. ohne DEPC
pH 8,0
9.2.2.8
1xPBS + 5 mM MgCl2
100 ml 10x PBS
5 ml 1 M MgCl2
1000 ml A. bidest. ohne DEPC
Nicht autoklavieren, sondern steril filtrieren (MgCl2 fällt sonst aus)!
9.2.2.9 2xSSC + 5 mM EDTA-Na2
50 ml 20x SSC
5 ml 0,5 M EDTA-Na2
500 ml A. bidest. ohne DEPC
9.2.2.10 0,2%iges Glycin in1xPBS
1 g Glycin
500 ml 1 x PBS, pH 7,4
Lagerung bei 4°C
257
9 ANHANG
9.2.2.11 4%iges Paraformaldehyd (PFA)
40 g Paraformaldehyd
1000 ml 1xPBS
pH 7,4
Lösen unter Erwärmen auf bis zu 70°C; nicht autoklavieren
9.2.2.12 Formamid
Für die in-situ-Hybridisierung wird deionisiertes und nicht-deionisiertes Formamid
benötigt.
Deionisierung: je 10 ml Formamid 1 g Deionisierungs-Harz (Mixes Bed Resin)
zugeben, mindestens 30 Min. rühren, dann 2-mal filtern (Faltenfilter); 0,5 M
9.2.2.13 Piperazin-N-N´bis (2-thansulfatsäure) (PIPES)
8,658 g PIPES
50 ml A. bidest.
9.2.2.14 50x Denhardts
5 g Ficoll
5 g Polyvinylpyrolidone
5 g bovines Serumalbumin
500 ml A. bidest./steril ohne DEPC
in 50 ml Aliquots abfüllen und bei -20°C lagern
9.2.2.15 20x Hybridisierungssalze
10 ml 0,5 M EDTA-Na2, pH 8,0
10 ml 0,5 M PIPES, pH 7,0
30 ml 5 M NaCl
Salzlösungen mit A. bidest./steril ohne DEPC herstellen
258
9 ANHANG
9.2.2.16 Dextransulfat
250 mg Dextransulfat
400 µl A. bidest. /DEPC
nach Erhitzen auf 95°C im noch warmen Wasserbad auflösen
9.2.2.17 Prähybridisierungspuffer
450 ml 20x SSC
675 ml 100&iges Formamid, deionisiert
150 ml 50x Denhardts
210 ml A. bidest./ DEPC
in 30 Aliquots zu je 49,5 ml bei -20°C lagern
je Aliquot im Versuch dann mit 1,25 ml RNS versetzen
9.2.2.18 Hybridisierungspuffer
16 ml 100&iges Formamid, deionisiert
8 ml 20x Hybridisierungssalze
3,2 ml 50x Denhardts
320 µl Heparin
320 µl 10%iges Triton-X-100
in 40 Aliquots zu je 696 µl bei -20°C lagern
je Aliquot im Versuch dann mit 18 µl RNS, 80 µl Dextransulfat und 100 ng/ml RNSSonde versetzen
9.2.2.19 Azetanhydrid/Triethanolamin
745 mg Triethanolamin
ad 50 ml A. bidest./DEPC
pH 7,5
125 µl Azetanhydrid - wegen kurzer Halbwertszeit zuletzt
259
9 ANHANG
dazugeben
9.2.2.20 6xSSC/ 45%iges Formamid
60 ml 20x SSC
90 ml 100%iges Formamid, nicht-deionisiert
50 ml A.bidest.
9.2.2.21 Antikörperpuffer
31 µl normales Schafserum
9 µl 10%iges Triton-X-100
3 ml Puffer 1
9.2.3 Lösungen und Puffer für RNA-Isolierung und RT-PCR
Alle Puffer und Lösungen werden, soweit nicht anders angegeben, bei 120°C und
0,3 atü für 20 Min. autoklaviert.
9.2.3.1 Verdaupuffer
0,5 mM EDTA
50 mM Tris pH 8,0
1 % SDS
0,5 mg/ml Proteinase K
2-mal steril in einer Spritze filtrieren
9.2.3.2 RNAse out-Mix
1 µl buffer
+ 6,5 µl DEPC-Wasser
+ 2,5 µl RNAse out
9.2.3.3 Random-Hexamers-Mix
1 µl DEPC-Wasser
260
9 ANHANG
+ 1 µl Random Hexamers
9.2.3.4 Mastermix
2 µl buffer
+ 2 µl dNTPs
+ 1 µl RNAse out-Mix
+ 1 µl Hexamers-Mix
+ 1 µl RTase
= 7 µl Mastermix
9.2.3.5 TBE-Elektrophorese-Puffer (10x)
100,8 g Tris(hydroxymethyl-)aminomethan (MW 121,14)
55,0 g Borsäure
40,0 ml 0,8M EDTA-Na2 (pH 8,0)
ad 100 ml A. dest., autoklavieren
(Zur Herstellung der Gebrauchslösung 100 ml 10x TBE-Puffer und 900 ml A.dest gut
mischen.)
9.2.3.6 Agarosegel, 4%ig
3,64 g Agarose
91 ml 1 x TBE-Puffer
kurz aufkochen in der Mikrowelle bis gelöst und auf ca. 65°C erkalten lassen
Zugabe von 1,8 µl Ethidiumbromid-Lösung (10 mg/ml)
Blasenfrei ausgießen und erstarren lassen
261
9 ANHANG
9.3 Bezugsquellen
Advanced Biotechnologies, Hamburg
Superladder-Low (20bp Längenstandard), SLL-020S
Typ II sample loading buffer (6x)
Biologo, Kronshagen
Balb/C Mäuseascites, Art.nr.: CL 8100
Katze-anti-FIP-Typ1,2-FITC-Antikörper, Art.nr.: FIP-210-30-FA
Biometria, Göttingen
Transilluminator TI 5
Software BioDocAnalyze Version 1.0
BioRad, USA
Deionisierungs-Harz (Mixes Bed Resin), Art.nr.: 143-6424
Biozym, Hess. Oldendorf
Multicycler® PTC 200
PCR-Tubes, 0,5 ml, Art.nr.: 710910
Safeseal-Tips (20, 200, 1000 µl), Artnr. : 7810027, 780202, 8781002
Boehringer-Mannheim, Mannheim
anti-DIG-Antikörper, AP konjugiert, Art.nr.: 1093274
Ethidiumbromid, Art.nr.: 200271
Capricorn, USA
anti-Mycoplasma spec.-Antikörper, Art.nr.: MYC-001-40080
Carl Roth KG, Karlsruhe
Agarose, Roti®garose, für Elektrophorese, Art.nr.: 2267
Histokit®, Art.nr.: 6638.2
262
9 ANHANG
Isopropanol, Art.nr.: 9866.4
Rotihistol®, Art.nr.: 6640
Tris Ultra Qualität, Art.nr.: 5429.3
CG-Chemikalien, Laatzen
Ethanol, 99,9%, Art.nr.: 320012
Chemikon, Hamburg
Maus-anti-CAV1-Antikörper, Art.nr.: MAB 8725
anti-WNV-Antiserum (major envelope protein E), Art.nr.: MAB 8150
anti-WNV-Antiserum (non-structural-protein-1), Art.nr.: MAB 8151
Chroma, Münster
Eiweiß-Glyzerin-Zusatz, Art.nr.: 3T012
Consort, Belgien
Mikrocomputer Electrophoresis Power Supply, E425
Custom Monoclonals International, USA
Maus-anti-CPV1-2A1-Antiserum, keine Bestellnummer vergeben
Maus-anti-gp70-Antiserum (FeLV), keine Bestellnummer vergeben
Maus-anti-PHV-Antiserum, keine Bestellnummer vergeben
CVH Chemie-Vertrieb, Hannover
Formaldehyd, 37%, Art.nr.: 101064
Dako, Hamburg
Glycergel®, Art.nr.: C563
Kaninchen-anti-E.coli-Antiserum, Art.nr.: B 0357
Pepsin, Art.nr.: S3002
263
9 ANHANG
Engelbrecht, Edermünde
Chromalaun-Gelatine beschichtet Objektträger, Art.nr.: 11102
Fluka Feinchemikalien GmbH, Neu Ulm
Azetanhydrid, Art.nr.: 45830
DEPC-Reinsubstanz, Art.nr.: 32490
Dextransulfat, Art.nr.: 31395
3,3`-Diaminobenzidin-Tertrahydrochlorid (DAB), Art.nr:32750
Diethypyrocarbonat (DEPC), Art.nr.: 32490
EDTA-Na2, Art.nr.: 03680
Formamid, Art.nr.: 47670
tri-Natrium-di-Hydrat, Art.nr.: 71405
Paraformaldehyd, Art.nr.: 76240
Trypsin, Art.nr.: 933613
FMCR bio products, USA
Gel-bond® -film, Art.nr.: 53748
Hoffmann-La Roche AG, Grenzach-Whylen
Liquemin®N 25.000, Heparin-Natrium
Kendro Labaratory Products GmbH, Langenselbold
Heraeus Minifuge RF
Kreatech Diagnostics, Niederlande
Target Unmasking Fluid (TUF), Art.nr.: SP-0025-TUF3
Perkin Elmer, Applied Biosystems GmbH, Weiterstadt
GeneAmp RNA PCR Core Kit, N8080143
264
9 ANHANG
Medac, Wedel
Chlamydia-Antigen-Vet-IFT, Art.nr.: 467T
Menzel-Gläser, Braunschweig
Superfrost Plus Objektträger, Art.nr.: 041300
Merck, Darmstadt
Ameisensäure, 99,9%-ig, Art.nr.: 1.00263.2500
CaCl x 2H2O, Art.nr.: 2382
Citronensäure-Monohydrat, Art.nr.: 244
EDTA, Art.nr.: 8418
Eosin, gelblich, Art.nr.: 1345
Hämatoxylin, Art.nr.: 4305
HCl, 1N, Art.nr.: 9010
MgCl2 + 6H2O, Art.nr.: 5833
Natriumhydroxid Plätzchen, Art.nr.: 1000
NaCl, Art.nr.: 6404
NaH2PO4, Art.nr.: 6346
Perhydrol 30% H2O2, Art.nr.: 7210
Pronase E, Art.nr.: 7433
Proteinase K, Art.nr.: 1.24568.0100
Triethanolamin, Art.nr.: 8379
MJ Research, Waltham, USA
Thermocycler PTC-0200
Pharmacia Biotech, Freiburg
Spektralphotometer GenQuant 2
265
9 ANHANG
Qiagen, Hilden
Omniscript, Art. Nr.: 205113
RNeasy Micro Kit, Art.nr.: 74004
RNeasy Mini Kit, Art.nr.: 74106
RNase free DNase Kit, Art.nr.: 79254
Rexel Signa AG, Schweiz
„rubber cement“
Sartorius AG, Göttingen
Faltfilter, Art.nr.: FT-4-303-320
Serva, Heidelberg
Triton-X-100, Art.nr.: 37240
Shandon, Frankfurt
Hypercenter II (Gewebeeinbettungsautomat)
Paraplast Plus®
Coverplates
Shandon racks
SIFIN, Berlin
Kaninchen-anti-Tollwut-Antikörper, Art.Nr.: PA 1201 Anti-Tollwut-FITC
Sigma, Taufkirchen
5-Brom-4-Chlor-3-Indolyl-Phosphat (X-Phosphat, BCIP), Art.nr.: B6777
bovines Serumalbumin, BSA, Art.nr.: A3059
Dimethylformamid, Art.nr.: D8654
Ficoll, Art.nr.: F2637
Glycin, Art.nr.: G7032
266
9 ANHANG
Nitroblau-Tetrazoliumchlorid (NTB), Art.nr.: N6639
Piperazin-N-N´bis (2-ethansulfatsäure), PIPES, Art.nr.: P3768
Polyvinylpyrolidone, Art.nr.: P5288
Tween 20, Art.nr.: T1379
Levamisol, Art.nr.: L9756
Vector, USA
biotinyliertes Ziege-anti-FITC-Antiserum (GA-FITC-b), Art.nr.: BA 0601
biotinyliertes Ziege-anti-Kaninchen-Antiserum, GAR-b IgG (H+L), Art.nr.: BA 1000
biotinyliertes Ziege-anti-Maus-Antiserum, GAM-b IgG (H+L), Art.nr.: BA-9200
“Vectastain Elite ABC Kit”, Art.nr.: PK 6100
Voigt Global Distribution, USA
Kaninchen-anti-Listeria monocytogenes-1,4-Antikörper, Art.nr.: 223061
267
9 ANHANG
9.4 Abkürzungsverzeichnis
Neben den Abkürzungen für Einheiten des internationalen Einheitensystems und
den Symbolen der chemischen Elemente wurden die folgenden Abkürzungen verwendet. Nur in Tabellen, Abbildungen und Bildern verwendete Abkürzungen finden
sich immer direkt unterhalb des entsprechenden Objektes.
A
Adenin
CPIV
kanines Parainfluenzavirus
A. bidest. Aqua bidestillata
CPV
kanines Parvovirus
A. dest.
Aqua destillata
DAB
3,3’ Diaminobenzidin-
Abb.
Abbildung
ABC
Avidin-Biotin-Peroxidase-
dATP
Desoxyadenosintriphosphat
Komplex
dCTP
Desoxycytidintriphosphat
AP
Alkalische Phosphatase
DEPC
Diethylpyrokarbonat
as
antisense
dGTP
Desoxyguanosintriphosphat
-b
biotinyliert
DIG
Digoxigenin
BCIP
5-Brom-4-Chlor-3-Indolyl-
DMF
Dimethylformamid
DNA
Desoxyribonukleinsäure
dTTP
Desoxythymidintriphosphat
Phosphat
tetrahydrochlorid
BDV
Borna Disease-Virus
bp
Basenpaare
dUTP
Desoxyuridintriphosphat
bzw.
beziehungsweise
E. coli
Escherichia coli
C
Cytosin
EDTA
Ethylendiamintetraes-
CAV-1
kanines Adenovirus 1
cDNA
komplementäre DNA
EMCV
Enzephalomyokarditisvirus
CDV
Canine Distemper Virus,
FeLV
felines Leukämie Virus
Staupevirus
FHV
felines Herpesvirus
CHV
268
kanines Herpesvirus
sigsäure
9 ANHANG
FIP
felines Infektiöse PeritonitisVirus
FITC
Fluoreszein-Isothiocyanat
FIV
felines Immundefizienz-
LFB
Luxol-Fast-Blue
M/mM
Molarität
(molar/millimolar)
mab
Virus
FSME
FrühsommerMeningoenzephalitis
gx
Gravitation
G
Guanin
gam-b
„goat-anti-mouse“biotinyliert
GAPDH Glyzeraldehyd-3-PhosphatDehydrogenase
gar-b
„goat-anti-rabbit“biotinyliert
„monoclonal antibody“,
monoklonaler Antikörper
MEP-E
„Major-Envelope“-Protein-E
mgr.
mittelgradig
Min.
Minuten
mRNS
„messenger RNA“, BotenRibonukleinsäure
N
Normalität (normal)
n.b.
nicht bekannt
n.d.
nicht durchgeführt
NBT
Nitrobluetetrazolium
NP
Nukleoprotein
Nr.
Nummer
NSP-1
Nicht-Struktur-Protein-1
o.b.B
ohne besonderen Befund
p
Primer
PBS
„phosphate buffered sali-
ggr.
geringgradig
GME
granulomatöse Enzephalitis
Gp
Glykoprotein
h
Stunde
HE
Hämatoxylin-Eosin
hgr.
hochgradig
Ig
Immunglobulin
IHC
Immunhistochemie
IL
Interleukin
tion”, Polymerase-
ISH
in-situ-Hybridisierung
Kettenreaktion
KEV
Kresyl-Echt-Violett
ne“, Phosphat-gepufferte
Kochsalzlösung
PCR
PAS
„polymerase chain reac-
Periodic-Acid-SchiffMethode
269
9 ANHANG
PIPES
Piperazin-N,N’bis[2-
TBS
„tris buffered saline“, Trisgepufferte Kochsalzlösung
ethansulfatsäure]
PHV-1
porzines Herpesvirus-1
TNF
Tumor-Nekrose-Faktor
PrPSC
Prion ProteinSC
Tris
Tris(hydroxymethyl)-
RNA
Ribonukleinsäure
RT
Raumtemperatur
RT-PCR
reverse Transkriptase-PCR
s
sense
SNS
Schweine-Normalserum
spez.
spezies
ssRNA
Einzelstrang-RNA
SSC
„standard saline citrate”
T
Thymin
Tab.
Tabelle
Taq
Thermus aquaticus
TBE
Tris-Borat-EDTA-Puffer
270
aminomethane
TUF®
„target unmasking fluid”
U
Uracil
UV
Ultraviolett
VP
Strukturprotein
WNV
West Nile-Virus
X-Phosphat
5-Brom-4-Chlor-3-IndolylPhosphat (BCIP)
ZN
Ziehl-Neelsen-Färbung
ZNS
zentrales Nervensystem
ZS
Ziegen-Normalserum
Mein besonderer Dank gilt….
…Herrn Prof. Dr. W. Baumgärtner, PhD für die Überlassung des hoch interessanten
Themas, die konstruktive Zusammenarbeit und die zügige Durchsicht des Manuskripts.
...Frau Dr. C. Herden für die sehr gute Betreuung bei der Durchführung der Arbeit,
die konstruktive, freundschaftliche Zusammenarbeit und die ebenfalls sehr zügige
und genaue Durchsicht des Manuskriptes.
…Herrn Dr. F. Seeliger für die Durchführung der RNA-Isolierung und RT-PCR zum
Nachweis WNV-spezifischer RNA, das freundschaftliche Klima im gemeinsamen
Arbeitszimmer und die aufmunternden Worte zur richtigen Zeit.
… Prof. Dr. N. Papaiannaou für die Durchführung immunhistochemischer Untersuchungen an einzelnen Präparaten sowie für die Bereitschaft zu ausgeprägtem e-mail
Kontakt bezüglich der Ergebnisse des immunhistochemischen Nachweis von Enzephalomyokarditisvirus-Antigen.
…Frau Petra Grünig für die wertvolle Hilfestellung beim Anfertigen der
Paraffinschnitte.
…Frau Danuta Waschke für die Unterstützung bei der Durchführung der in-situHybridisierungen.
…Bettina Buck, Claudia Hermann und Tanja Ortner für die stete Unterstützung bei
labortechnischen Problemen.
…Tanja, Silke und Lars, deren Freundschaft das Arbeiten im Institut auch an den
Wochenenden und in den Abendstunden angenehm gemacht hat.
…allen Mitarbeitern im Institut für Pathologie für die angenehme Arbeitsatmosphäre
und die Hilfsbereitschaft, die alle für einander aufbringen.
…Anne für die Durchsicht des Literaturverzeichnisses und die Überarbeitung der
englischen Zusammenfassung.
…Martina für die Hilfestellung bei der Bildbearbeitung.
…meinen langjährigen Freunden für die moralische Unterstützung und dass sie mir
nicht übel genommen haben, dass ich mich zur Konzentration auf die Arbeit lange
zurückgezogen habe.
…Friedrich, ohne dessen Liebe und Unterstützung in allen Fragen rund um die EDV
die Durchführung dieser Arbeit erheblich schwieriger gewesen wäre.
…nicht zuletzt meiner Familie für ihre Liebe, den Rückhalt, den sie mir gibt und die
stets großzügige finanzielle Unterstützung.
Erklärung
Hiermit erkläre ich, dass ich die Dissertation:
„Retrospektive Studie zur ätiologischen Abklärung unklarer nicht-eitriger Meningoenzephalitiden bei Hund und Katze“
selbstständig verfasst habe. Bei der Anfertigung wurden folgende Hilfen Dritter in
Anspruch genommen:
Prof. Dr. Nikos Papaiannaou, Aristoteles-Universität, Thessaloniki, führte immunhistochemische Untersuchungen mit den EMCV-spezifischen Antikörpern mab 3E5
und mab 4E4 an einzelnen Präparaten durch.
Dr. Frank Seeliger, Institut für Pathologie, Tierärztliche Hochschule Hannover führte die RNA-Isolierung und die RT-PCR zum Nachweis WNV-spezifischer RNA
durch.
Des Weiteren wurden keine Hilfen Dritter in Anspruch genommen.
Ich habe keine entgeltliche Hilfe von Vermittlungs- bzw. Beratungsdiensten (Promotionsberater oder anderer Personen) in Anspruch genommen. Niemand hat von mir
unmittelbar oder mittelbar entgeltliche Leistungen für Arbeiten erhalten, die in Zusammenhang mit dem Inhalt der vorgelegten Dissertation stehen.
Ich habe die Dissertation an folgenden Institutionen angefertigt:
Institut für Pathologie der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
Die Dissertation wurde bisher nicht für eine Prüfung oder Promotion oder für einen
ähnlichen Zweck zur Beurteilung eingereicht.
Ich versichere, dass ich die vorstehenden Angaben nach bestem Wissen vollständig
und der Wahrheit entsprechend gemacht habe.
––––––––––––––––––––––––––––––––––
Stephanie Schwab
ISBN 3-938026-19-7
Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH
35392 Gießen · Frankfurter Str. 89 · Tel.: 06 41/ 2 44 66 · Fax: 06 41/ 2 53 75
e-mail: Geschaeftsstelle @dvg.net · Homepage: http://www.dvg.net