Die Reifung Nickel-abhängiger Enzyme

Überblick
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Mechanismen der Metallzentrums-Synthese:
Die Reifung Nickel-abhängiger Enzyme
Melanie Blokesch und August Böck
Department Biologie I, Mikrobiologie, Universität München
Hydrogenase 1
(hya)
Hydrogenase 2
(hyb)
A
K-UE
O
K-UE
B
G-UE
D
Prot.
C
1000 bp
D
G-UE Prot.
~ 5kbp
E
D
B
E
G-UE
Akzessorische Proteine
(hyp)
G
I
F
K-UE Prot.
Hydrogenase 3
(hyc)
Akzessorisches Protein
(hypF)
Abb. 1: Organisation der Strukturgene der Hydrogenase 1 (hya), 2 (hyb) und 3 (hyc) und der Gene für
akzessorische Proteine (hyp). K-UE: kleine Untereinheit, G-UE: große Untereinheit, Prot.: Protease.
Gene für homologe Proteine (HypC-HybG bzw. HypA-HybF) sind durch gleiche Schattierungen
gekennzeichnet.
Die Synthese und der Einbau des
Metallzentrums von Nickel-abhängigen
Enzymen ist ein komplexer Prozess, an
dem eine Reihe von Hilfsproteinen beteiligt
sind. Im Falle der NiFe-Hydrogenasen sind
dies mindestens sieben Reifungsenzyme
plus ATP, GTP und Carbamoylphosphat als
niedermolekulare Substrate. Der Artikel
fasst am Beispiel des E. coli-Systems
unsere Information über Eigenschaften
und Aktivität der akzessorischen Proteine
zusammen und postuliert einen Weg, über
den die Reifung stattfindet.
BIOspektrum · 6/02 · 8. Jahrgang
Proteine mit Metallzentren sind an einer
Vielzahl von zellulären Prozessen beteiligt.
Dazu zählen Funktionen in der strukturellen Stabilisierung, der enzymatischen Katalyse, dem Elektronentransport oder der genetischen Regulation der Genexpression.
Diesen vielfältigen Funktionen entspricht
auch der hohe Anteil von Metalloproteinen
am Gesamtproteinsatz eines Organismus,
den man auf etwa 30 bis 35 Prozent schätzt.
Das Metall beziehungsweise das Metallzentrum kann dabei prinzipiell über zwei
Möglichkeiten durch das Protein koordiniert
sein. Die erste davon, bis vor kurzem noch
fast als beispielhaft angesehen, besteht in
der einfachen, reversiblen Bindung, die sich
meist durch bereitwilliges Entfernen des
Metalls durch einen geeigneten Chelator
auszeichnet. Die zweite Möglichkeit ist
komplexer und erfordert die Aktivität von
Hilfsproteinen.
Diese akzessorischen Proteine können eine erstaunliche Diversität von biochemischen Funktionen einnehmen. Sehr häufig
wurden sie erst bei der genetischen Analyse von Metalloenzymen entdeckt, und zwar
als Produkte von Genen, deren Mutation die
Biosynthese des Apoproteins (kodiert durch
das Strukturgen) nicht beeinflusst, aber die
Generierung des aktiven Enzyms blockiert.
Solche Funktionen der akzessorischen Proteine können sein (a) die spezifische Bindung des Metalls nach Aufnahme durch ein
Transportsystem durch einen cytoplasmatischen Carrier, um es der komplexierenden
Wirkung beispielsweise von Thiolat- oder
Imidazolgruppen zu entziehen und möglicherweise auch um die toxische Wirkung
mancher Metalle zu maskieren, (b) proteolytische Reaktionen, durch die an einem
Apoprotein entweder erst die Metallbindestelle erzeugt wird oder nach dem Einbau
des Metalls eine Konformationsänderung
des Proteins erzwungen wird, die beispielsweise zur Internalisierung des Zentrums in
das Innere des Proteins führt, (c) die Rolle
von Chaperonen oder Chaperon-artigen Proteinen, die als Metall-Donatoren fungieren
oder auch das Apoprotein in einer Konformation halten, die kompetent ist für den
Einbau des Metalls; (d) die Synthese von organischen Bestandteilen, in die das Metall
vor oder nach der Insertion in das Protein
eingebaut wird. Häufig sind diese Funktio-
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700
nen jedoch nicht getrennt, sondern wirken
überlappend. Mutationen in Genen von akzessorischen Proteinen führen deswegen
häufig zu einem pleiotrophen biochemischen Phänotyp[1].
Die Hydrogenasen von Escherichia coli
Im Rahmen der Sequenzierung des Operons
(hyc) von Escherichia coli, das für Komponenten der Formiat-Hydrogenlyase (FHL) kodiert, wurde 5’ davon in inverser Orientierung ein Operon (hyp) entdeckt, das Gene
für akzessorische Proteine für die Reifung
der NiFe-Hydrogenasen von E. coli enthält
(Abb. 1). Dieses Bakterium besitzt drei gut
charakterisierte, als Isoenzyme 1, 2 und 3 bezeichnete Hydrogenasen, die ein NiFe-Metallzentrum besitzen. Mutationen in den hypGenen führen zum Verlust der Fähigkeit, aktive Hydrogenasen zu bilden, obwohl die
Strukturgene intakt sind. Interessanterweise bewirkt die Inaktivierung der Gene hypA
und hypC spezifisch nur den Verlust der Aktivität der Hydrogenase 3, einem Bestandteil des FHL-Komplexes, während Mutationen in hypB, hypD, hypE und hypF die Synthese aller drei Isoenzyme blockierten. HypA
und hypC besitzen jedoch Homologe im
Operon der Hydrogenase 2 (hyb), nämlich
hybF und hybG. Jedes der drei Operone, in
denen die Strukturgene liegen, kodiert auch
für ein weiteres Reifungsprotein. Diese Endopeptidase führt die proteolytische Reifung
der Vorstufe der großen Untereinheit durch,
nachdem das NiFe-Zentrum eingebaut wurde.[2].
Mutanten von E. coli, die einen Defekt in
einem der Gene dieser akzessorischen Proteine aufweisen, zeigen einen biochemisch
pleiotrophen Phänotyp: (a) Die große Untereinheit der Isoenzyme liegt in der dem
Leserahmen des Gens entsprechenden Länge vor; im reifen, aktiven Protein ist sie Cterminal verkürzt; (b) diese Vorläuferform
der großen Untereinheit ist frei von Nickel;
über den Gehalt an Eisen kann aus methodischen Gründen keine Aussage getroffen
werden. Eine Ausnahme stellen Mutanten
mit einem Defekt im Gen einer der Reifungs-Endopeptidasen dar, da sie Nickel
enthalten.
Das Metallzentrum von NiFe-Hydrogenasen
Der Aufbau des NiFe-Zentrums von Hydrogenasen konnte über RöntgenstrukturAnalyse und Infrarotspektroskopie am Beispiel von Enzymen von Chromatium- und Desulfovibrio-Spezies ermittelt werden. Er ist
in Abbildung 2 dargestellt und zeigt, dass Ni
und Fe über vier Thiolate durch das Protein
koordiniert sind, wobei zwei davon als
Brückenliganden dienen. Zwei dieser
A
Biosynthese der CO- und
CN-Liganden
O
N
N
C
Da CO und CN hochtoxische
Substanzen darstellen, ist anzunehmen, dass sie nicht im freien
Fe
Zustand synthetisiert werden.
Ausgehend vom Befund, dass
das akzessorische Protein HypF
S
Cys 4
S
Cys 2
ein Sequenzmotiv trägt, das
Ähnlichkeit mit einem Motiv
Ni
von O-Carbamoyltransferasen
Cys 3
zeigt, konnte CarbamoylphosS
phat (CP) als wahrscheinliches
S
Edukt für die Synthese von CN
Cys 1
und/oder CO nachgewiesen werden: Eine fehlende CP-Synthese führt nämlich zu einer Blockade der Reifung aller drei HyB
drogenasen von E. coli. Zusätzlich zur Funktion in der Biosynthese von Pyrimidinen und ArN-terminales
C-terminales
ginin ist CP also auch essentiell
Motiv
Motiv
für die Synthese des NiFe-ZenRxC1GxC2xxxH
DPC3xxC4xxH/R trums von Hydrogenasen[5].
Der biochemische Weg, wie
CP in CO/CN konvertiert wird,
N
C ist noch weitgehend unbekannt.
Offen ist vor allem die Frage, ob
Abb. 2: A: Modell des aktiven Zentrums der NiFe-HydroFe zuerst carbamoyliert wird,
[3]
genasen nach Happe et al. . Die Nummerierung der Cysteinmit anschließender UmwandReste entspricht derjenigen in Teil B. B: Schema der großen
lung in CO/CN, oder ob die
Untereinheiten der NiFe Hydrogenasen. Die Position und
Sequenz der konservierten Cystein-Motive ist dargestellt. Der
Carbamoylierung an einem akschraffierte Abschnitt zeigt die C-terminale Erweiterung,
zessorischen Protein erfolgt, mit
welche durch eine spezifische Endopeptidase entfernt wird.
nachfolgender Ligandierung des
Eisens.
Bekannt ist, dass HypF einen
Komplex mit dem akzessorischen Protein HypE bildet und
Cysteine liegen in einem in allen NiFe-Hy- dass beide Proteine die ATP-Hydrolyse kadrogenasen konservierten Sequenzmotiv im talysieren, HypF in AMP und Pyrophosphat,
N-terminalen Bereich, die beiden anderen und zwar nur in Gegenwart von CP und
wenige Aminosäurereste entfernt vom C- HypE in ADP plus Phosphat unabhängig
Terminus der reifen Untereinheit, der iden- von der Anwesenheit von CP. HypF hydrotisch ist mit der Schnittstelle der Reifungs- lysiert außerdem CP auch in Abwesenheit
Endopeptidase. Bislang unbekannt war, dass von ATP. Induziert durch die Sequenzähndas Eisen drei Nicht-Protein-Liganden, lichkeit von HypE mit PurM, einem Enzym
nämlich zwei -CN und eine -CO Einheit der Purinbiosynthese, wird spekuliert, ob die
trägt[3] (Übersicht siehe[4]). Die Biosynthe- Konvertierung von CP in CN ebenfalls eise dieser Liganden und ihre Addition an das ne ATP-abhängige Dehydratisierung darEisen stellen eine faszinierende bioanorga- stellt. Die Bildung des CO-Liganden ist
nische Fragestellung dar. Unser Labor sucht noch offen; es sind jedoch Modellreaktionen
sich ihr durch eine Kombination genetischer, aus der Metallorganik bekannt, in denen Eibiochemischer und molekularbiologischer sen-Carbamoyl-Komplexe in Eisen-CyanoMethoden zu nähern, wobei vor allem zwei oder Eisencarbonyle umgewandelt werden.
Aspekte technische Probleme bereiten: Zum Ligandenchemie am Fe könnte also an der
einen ist bisher nicht gelungen, Zwi- Bildung von CO beteiligt sein, möglicherschenprodukte der Reifung in einer der bio- weise auch die Stöchiometrie von 2 CN zu 1
physikalischen Analyse zugänglichen Men- CO bestimmen.
Aufschluss über den Ort der Carbamoyge zu isolieren. Zum anderen erfolgen die
einzelnen Reifungsschritte nicht hinterein- lierung ergaben die Analysen der akzessoriander, sondern an Proteinkomplexen, sodass schen Proteine in einer Mutante von E. coli,
ein mutativer Eingriff häufig pleiotrophe die CP nicht mehr zu synthetisieren vermag.
Sie häuft einen Komplex aus zwei weiteren
Effekte erzeugt.
C
C
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Abb. 3: Koordination des Cadmium-Atoms durch
Glu16, Asp62, His93 und ein Wassermolekül in
der Endopeptidase HybD von E. coli[10] (Abbildung
freundlicherweise zur Verfügung gestellt von
R. Huber).
akzessorischen Proteinen, HypC und HypD,
an. Dieser Komplex muss also ein Intermediat des Einbauweges sein, an dem die Carbamoylierung beziehungsweise CO/CN-Ligandierung des Eisens erfolgt. Der Komplex
wird sofort aufgelöst, wenn die Zellen mit LCitrullin, einer Vorstufe von CP, gefüttert
werden (unveröffentlichte Daten).
Nickeleinbaus und fördern ihn kinetisch.
Genauere Untersuchungen sind hierzu noch
notwendig.
Wie bereits angeführt, fungiert HypA spezifisch in der Synthese der Hydrogenase 3,
während HypB essentiell ist für die Bildung
aller drei Isoenzyme in der aktiven Form.
HypB bindet GTP, und die GTP-Hydrolyse ist für den Einbau von Nickel erforderlich. Am biologischen System von Bradyrhizobium japonicum wurde zudem gezeigt, dass
HypB Nickel binden kann, wobei eine der
Funktionen der Speicherung des Metalls
dient, eine zweite, von der Speicherrolle separierbare Funktion den eigentlichen Einbau katalysiert[6]. Im gegenwärtig favorisierten Arbeitsmodell stellt HypB daher einen
Nickel-Donor dar, der durch HypA zu seinem Apoprotein geleitet wird. GTP-Hydrolyse könnte für den Transfer des Metalls
oder für die Dissozation des Transferkomplexes verantwortlich sein. Sicher ist jedoch,
dass Nickel eingebaut werden kann, wenn
die große Untereinheit noch mit dem chaperonartigen Protein HypC verbunden ist[7].
Proteolytische Reifung
Während des gesamten bisher geschilderten
Reifungsprozesses liegt die große Unterein-
heit in der Vorläuferform, also mit der C-terminalen Extension, vor. Im finalen Schritt
wird nun diese Extension über Endoproteolyse durch eine der für jede Hydrogenase
spezifischen Endopeptidasen abgeschnitten[8,9]. Über die Reinigung der Endopeptidasen HycI (vollendet die Reifung der
großen Untereinheit der Hydrogenase 3)
und HybD (spezifisch für Hydrogenase 2),
die Strukturermittlung von HybD[10] und die
genetische Analyse der Schnittstelle und des
Enzyms konnte ein detaillierter Einblick in
den Ablauf dieses letzten Reifungsschritts
gewonnen werden.
Die gereinigten Endopeptidasen enthalten kein Metall, aber HybD konnte nur kristallisiert werden in einem Komplex mit Cadmium aus dem Kristallisationspuffer. Dabei
ist Cadmium – überraschend für eine Metallbindung – fünffach gebunden mit Glu,
Asp, His-Resten und einem Wassermolekül
(Abb. 3). Der Austausch dieser Reste gegen
chemisch verschiedene führte zur Inaktivierung des Enzyms, während beim Austausch von His gegen Gln – wie durch die
chemische Ähnlichkeit vorhersagbar – noch
eine Restaktivität verbleibt. Die gereinigte, also metallfreie Endopeptidase HycI
bindet und hydrolysiert die Vorläuferform
der großen Untereinheit nur, wenn Nickel
Der Einbau von Nickel
N
C
C
-
S
Cys 4
Ni S
Cys 3
N
C
Fe
COOH
-
S
S
Cys 2
Cys 1
NH2
O
N
C
C
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O
Interessanterweise kann das HypC-Protein
auch einen Komplex mit dem Vorläufer der
großen Hydrogenase-Untereinheit eingehen, der sich insbesondere bei Nickelmangel anhäuft. Er ist in CP-Mangelmutanten
nicht vorhanden, bildet sich jedoch, wenn
diese Stämme mit CP in Form von Citrullin
versorgt werden. HypC übt also vermutlich
eine Transferfunktion aus, nämlich den
Transport des ligandierten Eisenions vom
HypC-HypD-Komplex zum Vorläufer der
großen Untereinheit (unveröffentlichte Daten).
Mit Sicherheit findet der Einbau von Eisen vor und damit unabhängig vom Einbau
von Nickel statt. Das Hauptargument dafür
ist, dass der Reifungsprozess in vitro an einem Vorläufer der großen Untereinheit stattfindet und im Extrakt von Nickel-MangelZellen nachweisbar ist. Interessanterweise
sind dazu die Produkte der akzessorischen
Gene HypA und HypB nicht erforderlich;
ihre Aktivität kann durch die Gegenwart hoher Nickelkonzentrationen ersetzt werden.
Auch in hypA- beziehungsweise hypB-Mutanten kann der genetische Defekt durch die
Gabe hoher Nickelkonzentrationen in das
Medium phänotypisch teilweise revertiert
werden. Was ist dann die biochemische
Funktion der beiden Proteine? Vermutlich
kontrollieren sie die Genauigkeit des
N
H2N
C
COOH
Fe
Cys 2
S
S
Ni
S S
Cys 4
COOH
Cys 3
Cys 1
NH2
Abb. 4: Modell der proteolytischen Reifung nach Einbau des Eisens, der diatomischen Liganden CO
und CN und des Nickels. Durch Entfernen der C-terminalen Erweiterung kommt es zu einer
Konformationsänderung, wobei Cys2 und Cys4 die Eisen- und Nickel-Atome verbinden.
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HYD 1
O
HypF
C
C
N
C
Fe
HypD
N
HypE
HybF
HYD 2
HybG
Ni
HypC
HYD 3
HypB
HypA
Abb. 5: Netzwerk der Reifung der Hydrogenasen von E. coli. Die Proteine HypE, HypF, HypD und HypB sind an der Reifung aller drei Isoenzyme beteiligt. Die
Proteine HypC und HypA bzw. deren Homologe HybG und HybF leiten den Reifungsprozess in Richtung Hydrogenase 3 bzw. 1 und 2. Der Ablauf der Reifung
ist durch römische Zahlen dargestellt. I: Biosynthese der Liganden CO und CN; II: Übertragung von Eisen und Liganden zum Apoprotein; III: Einbau von
Nickel in das aktive Zentrum; IV: C-terminale Prozessierung.
eingebaut wurde, dann jedoch selbst in Gegenwart von Chelatoren. Dies zeigt, dass die
Bindestelle des Cadmiums die postulierte
Bindestelle des Nickels darstellt und dass
der Endopeptidase eine Erkennungsfunktion für die Korrektheit des eingebauten Metalls zukommt[10,11].
Die Anforderungen an die Sequenz der
Schnittstelle selbst sind erstaunlicherweise
nicht sehr streng. Chemisch ähnliche Aminosäuren werden toleriert; interessanterweise führen Austausche im Vorläufer, die
aufgrund drastischer chemischer Unterschiede den Verlust der Schneidbarkeit zur
Folge haben, auch zur Instabilität des Proteins. Der C-terminalen Extension muss also eine wichtige Funktion in der Aufrechterhaltung einer für die Reifung kompetenten Struktur zugewiesen werden[12] (und unveröffentlichte Daten). Dies ist nicht der Fall
bei den sensorischen NiFe-Hydrogenasen,
welche keine C-terminale Extension besitzen. Als Beispiel hierfür ist die regulatorische Hydrogenase von Ralstonia eutropha zu
nennen, welche ausführlich in der Gruppe
von Bärbel Friedrich untersucht wurde (siehe hierzu[13]).
Abbildung 4 fasst den Vorgang der proteolytischen Reifung schematisch zusammen. Aus Mutagenesestudien war bekannt, dass das C-terminale Cystein weder
für den Nickeleinbau noch für die proteolytische Reifung notwendig ist. Allerdings
entsteht ein inaktives Enzym, wenn es etwa
gegen Alanin ausgetauscht ist. Es wird
angenommen, dass die proteolytische
Prozessierung eine Konformationsänderung
der C-terminalen Domäne der großen Untereinheit bewirkt, die dieses Cystein in
Nachbarschaft zu den beiden Metallen
Hydrogenase
Urease
HypA/HybF
HypA1
HypB
UreE
CooJ
UreG
CooC
Nukleotid Bindung
UreD2
CooT3
Chaperon-artiges Protein
HypC/HybG
CO-Dehydrogenase
Funktion
Ni Einbau
Ni Bindung/Metallochaperone
1) Nach Olson et al.[17] werden HypA und HypB in H. pylori zur vollen Aktivität der Hydrogenase und der Urease benötigt.
2) Im Zusammenspiel mit UreF und UreG
3) CooT weisst marginale Ähnlichkeit zu HypC Proteinen auf[16].
Tab. 1: Beteiligung akzessorischer Proteine an der Reifung der drei Nickel enthaltenden Enzyme
Hydrogenase, Urease und CO-Dehydrogenase.
bringt, um als Brückenligand zu funktionieren.
Ein Netzwerk der Reifung der
Hydrogenasen von E. coli
Von den sieben bisher identifizierten, an der
Hydrogenasereifung beteiligten Proteinen
sind vier (HypB, HypD, HypE, HypF) an
der Reifung aller drei Isoenzyme beteiligt
(Abb. 5). Drei weitere wirken spezifisch; neben den drei Endopeptidasen sind es die homologen Paare HypC/HybG und HypA/
HybF. HybG und HybF kodieren im
Operon der Hydrogenase 2, und sie übernehmen die Funktionen von HypC/HypA
in der Synthese der Hydrogenasen 1 und 2.
Die Metallzentrumssynthese der Isoenzyme
1 und 2 ist deswegen gekoppelt; da HybG
(wie HypC) eine Interaktion mit HypD eingeht, konkurriert das Protein deswegen mit
HypC um HypD. In physiologischer Hinsicht ist dies sinnvoll, da die Hydrogenasen
1 und 2 H2-Aufnahme-Enzyme (respiratorische Enzyme) sind, Hydrogenase 3 jedoch
ein H2-Bildungs-Enzym (fermentatives Enzym) ist. HypC und HybG leiten also das
Reifungssystem entweder in Richtung der
Bildung von Isoenzym 3 oder von 1 und 2
(Abb. 5). Diese wechselseitige Abhängigkeit
der komplexen Systeme in der Reifung stellt
ein neuartiges Regulationssystem dar, das
epistatisch über der Transkriptions- und
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Translationskontrolle angesiedelt ist. Ihre
Funktion liegt sicher in der Koordination
und ausgewogenen Einstellung der Stöchiometrie der diversen Hydrogenase-Systeme[14].
Vergleich zur Reifung der Urease und der
CO-Dehydrogenase
Die Notwendigkeit von akzessorischen Proteinen zur Synthese des Metallzentrums
wurde auch an weiteren Nickel-enthaltenden Enzymen wie der Urease (Übersicht siehe[15]) und der CO-Dehydrogenase untersucht[16]. Dabei tauchen auffällige Gemeinsamkeiten auf (siehe Tab. 1): (a) Sowohl für
Hydrogenasen als auch die Ureasen wurden
Chaperon-artige Proteine oder Proteinkomplexe beschrieben, welche das Apo-Protein
in einem offenen Zustand halten und somit
den Einbau der entsprechenden Metalle ermöglichen. (b) Für alle drei Systeme wurde
ein Nickel-bindendes Protein, teilweise mit
zusätzlicher Nickelspeicher-Funktion, beschrieben. (c) Beim Einbau von Nickel ist
die Hydrolyse von Nukleosidtriphosphaten
notwendig. Dass die Inkorporation von
Nickel in ähnlicher Weise erfolgt, wurde dadurch verstärkt, dass HypA- und HypB-Mutanten Auswirkungen auf den Einbau von
Nickel und die Aktivität sowohl der Hydrogenase als auch der Urease in H. pylori haben[17].
[5] Paschos, A., Glass, R.S. & Böck, A. Carbamoylphosphate requirement for synthesis of the active
center of [NiFe]-hydrogenases. FEBS Lett. 488, 9–12
(2001).
[6] Olson, J.W. & Maier, R.J. Dual roles of Bradyrhizobium japonicum nickelin protein in nickel storage and
GTP-dependent Ni mobilization. J. Bacteriol. 182, 1702–5
(2000).
[7] Maier, T., Jacobi, A., Sauter, M. & Böck, A. The
product of the hypB gene, which is required for nickel incorporation into hydrogenases, is a novel guanine nucleotide-binding protein. J. Bacteriol. 175, 630–5 (1993).
[8] Menon, N.K. et al. Carboxy-terminal processing of
the large subunit of [NiFe] hydrogenases. FEBS Lett. 331,
91–95 (1993).
[9] Rossmann, R., Sauter, M., Lottspeich, F. &
Böck, A. Maturation of the large subunit (HycE) of
Escherichia coli hydrogenase 3 requires nickel incorporation followed by C-terminal processing at Arg537. Eur. J.
Biochem. 220, 377–384 (1994).
[10] Fritsche, E., Paschos, A., Beisel, H.G., Böck,
A. & Huber, R. Crystal structure of the hydrogenase
maturating endopeptidase HybD from Escherichia coli.
J. Mol. Biol. 288, 989–998 (1999).
[11] Theodoratou, E. et al. Nickel serves as substrate
recognition motif for the endopeptidase involved in hydrogenase maturation. Eur. J. Biochem. 267, 1995–1999
(2000).
Danksagung
August Böck dankt allen Mitarbeiterinnen
und Mitarbeitern an diesem Projekt für ihre engagierte und begeisterte Zusammenarbeit und der Deutsche Forschungsgemeinschaft und dem Fonds der Chemischen Industrie für die kontinuierliche Förderung.
Literatur
Melanie Blokesch
geboren 1976; Biologiestudium an der LudwigMaximilians-Universität
München; Diplomarbeit
bei August Böck, seit
2000 Doktorandin in
seiner Arbeitsgruppe.
[1] Hausinger, R.P. General Principles and Mechanisms of Metallocenter Assembly. in Mechanisms of metallocenter assembly (eds. Hausinger, R.P., Eichhorn, G.L.
& Marzilli, L.G.) 1–18 (VCH Publishers, New York, 1996).
[2] Maier, T. & Böck, A. Nickel incorporation into hydrogenases. in Mechanisms of metallocenter assembly
(eds. Hausinger, R.P., Eichhorn, G.L. & Marzilli, L.G.)
173–192 (VCH, New York, 1996).
[3] Happe, R.P., Roseboom, W., Pierik, A.J., Albracht, S.P. & Bagley, K.A. Biological activation of
hydrogen. Nature 385, 126 (1997).
[4] Frey, M., Fontecilla-Camps, J.C. & Volbeda, A.
Nickel-iron hydrogenases. in Handbook of Metalloproteins, Vol. 2 (eds. Messerschmidt, A., Huber, R., Poulos, T.
& Wieghardt, K.) 880–896 (John Wiley & Sons, LTD,
2001).
BIOspektrum · 6/02 · 8. Jahrgang
August Böck
geboren 1937; Studium
der Biologie, Chemie,
Geographie an der Universität München; 1961
Promotion; 1969 Habilitation. 1971–78 C4-Pro-
fessur für Mikrobiologie
an der Universität Regensburg, 1978 bis
2002 an der LudwigMaximilians-Universität
München.
[12] Theodoratou, E., Paschos, A., Mintz-Weber,
S. & Böck, A. Analysis of the cleavage site specificity of
the endopeptidase involved in the maturation of the large
subunit of hydrogenase 3 from Escherichia coli.
Arch. Microbiol. 173, 110–116 (2000).
[13] Lenz, O. & Friedrich, B. Bakterielle WasserstoffSensoren. BIOspektrum 6/01, 515–520 (2001).
[14] Hube, M., Blokesch, M. & Böck, A. Network of
hydrogenase maturation in Escherichia coli: role of accessory proteins HypA and HybF. J. Bacteriol. 184,
3879–85 (2002).
[15] Mobley, H.L., Island, M.D. & Hausinger, R.P.
Molecular biology of microbial ureases. Microbiol. Rev.
59, 451–80 (1995).
[16] Kerby, R.L., Ludden, P.W. & Roberts, G.P. In vivo nickel insertion into the carbon monoxide dehydrogenase of Rhodospirillum rubrum: molecular and physiological characterization of cooCTJ. J. Bacteriol. 179,
2259–66 (1997).
[17] Olson, J.W., Mehta, N.S. & Maier, R.J. Requirement of nickel metabolism proteins HypA and HypB for
full activity of both hydrogenase and urease in Helicobacter pylori. Mol. Microbiol. 39, 176–82 (2001).
Korrespondenzadresse:
Prof. Dr. August Böck
Department Biologie I, Mikrobiologie
Universität München
Maria-Ward-Straße 1a
D-80638 München
Tel.: 089-2180-6120
Fax: 089-2180-6122
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