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Tierärztliche Hochschule Hannover
Außenstelle für Epidemiologie
___________________________________________________________________
Beschreibung des aktuellen Wissensstandes zur Übertragung ausgewählter
viraler und bakterieller Erreger respiratorischer Erkrankungen zwischen
Schweinebeständen
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades eines
Doktors der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae (Dr. med. vet.)
Vorgelegt von
Klaus Wöste
aus Sögel
Hannover 2007
Wissenschaftliche Betreuung: Priv.-Doz. Dr. med. vet. E. große Beilage
1. Gutachterin: Priv.-Doz. Dr. med. vet. E. große Beilage
2. Gutachter: Prof. Dr. med. vet. J. Hartung
Tag der mündlichen Prüfung: 22.05.2007
Meinen Eltern
Die beiden vorliegenden Arbeiten
K. WÖSTE, E. GROSSE BEILAGE
Die Übertragung von Erregern des porcine respiratory disease complex (PRDC)
zwischen Schweineherden – eine Literaturübersicht
1. Mitteilung – Diagnostik, Übertragung durch Tierkontakte
K. WÖSTE, E. GROSSE BEILAGE
Die Übertragung von Erregern des porcine respiratory disease complex (PRDC)
zwischen Schweineherden – eine Literaturübersicht
2. Mitteilung – Übertragung durch Sperma, Luft und belebte/unbelebte Vektoren
sind von der Deutschen Tierärztlichen Wochenschrift laut dem Schreiben vom
19.03.2007 zur Publikation angenommen.
Inhaltsverzeichnis
Kapitel 1:
Einleitung.............................................................................................7
Kapitel 2:
Die Übertragung von Erregern des porcine respiratory
disease complex (PRDC) zwischen Schweineherden –
eine Literaturübersicht
1. Mitteilung – Diagnostik, Übertragung durch Tierkontakte
Deutsche Tierärztliche Wochenschrift
zur Publikation angenommen ..........................................................10
Kapitel 3:
Die Übertragung von Erregern des porcine respiratory
disease complex (PRDC) zwischen Schweineherden –
eine Literaturübersicht
2. Mitteilung – Übertragung durch Sperma, Luft und
belebte/unbelebte Vektoren
Deutsche Tierärztliche Wochenschrift
zur Publikation angenommen...........................................................48
Kapitel 4:
Diskussion........................................................................................74
Schlussfolgerung..............................................................................82
Kapitel 5:
Zusammenfassung /Summary..........................................................83
Kapitel 6:
Literaturverzeichnis...........................................................................87
Kapitel 7:
Risikobewertung………………………………………………………..107
Verzeichnis der Abkürzungen
A.
Apx
ELISA
EU
h
H
HAHT
IgG
IgM
IPMA
km
log
LPS
M.
m
m.E.
min
ml
N
OMP
ORF
PCR
PCV
pH
p.i.
PMWS
PRDC
PRRSV
resp
RT-PCR
s.
u.a.
US
UV
z.B.
Actinobacillus
Actinobacillus pleuropneumoniae Toxin
enzyme linked immunosorbent assyay
Europa
Stunde
Haemagglutinin
Haemagglutinationshemmungstest
Immunglobulin G
Immunglobulin M
immunoperoxidase monolayer assay
Kilometer
Logarythmus
Lipopolysaccharid
Mycoplasma
Meter
mit Einschränkung
Minute
Milliliter
Neuraminidase
outer membrane protein
open reading frame
polymerase chain reaction
porcine circovirus
pondus Hydrogenii
post infectionem
postweaning multisystemic wasting syndrome
porcine respiratory disease complex
porcine reproductive and respiratory syndrome virus
respektive
reverse transcriptase polymerase chain reaction
siehe
unter anderem
United States
ultraviolett
zum Beispiel
7
Kapitel 1
Einleitung
8
Einleitung
In der modernen Schweineproduktion verursachen respiratorische Erkrankungen
schwerwiegende Probleme, die häufig Grund für hohe wirtschaftliche Verluste durch
verminderten Zuwachs, schlechtere Futterverwertung, erhöhte Mortalität sowie hohe
Behandlungskosten sind. Das Auftreten respiratorischer Erkrankungen führt im
Zusammenhang mit dem Tierhandel zudem häufig zu Streitfällen. In Fällen, in denen
eine gerichtliche Klärung des Falles notwendig ist, werden häufig Tierärzte als
Sachverständige beauftragt, den Eintrag von Krankheitserregern zu bewerten und
ein Gutachten zu erstellen. Anhand des Gutachtens soll der Sachverhalt auf Basis
des aktuellen Wissensstandes bewertet werden.
Das Wissen um die Übertragung von Krankheitserregern zwischen Schweineherden
hat aber nicht nur Bedeutung für die retrospektive Analyse, sondern wird auch
prospektiv für die Erstellung von Hygienekonzepten im Rahmen der tierärztlichen
Betreuung von Schweinebeständen benötigt.
Die vorliegende Zusammenfassung wurde mit dem Ziel erstellt, das aktuelle Wissen
zur
Übertragung
von
Erregern
respiratorischer
Erkrankungen
zwischen
Schweineherden den in der Bestandsbetreuung und/oder als Gutachter tätigen
Tierärzten schnell und effektiv zugänglich zu machen.
In
der
Zusammenfassung
werden
Erreger
berücksichtigt,
die
in
der
englischsprachigen Literatur dem sogenannten porcine respiratory disease complex
(PRDC) zugeordnet werden (THACKER und THACKER, 1999). Ursprünglich wurden
diesem ausschließlich Koinfektionen mit Mycoplasma (M.) hyopneumoniae, dem
porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) und/oder dem
Influenzavirus A zugeordnet. Diese Erreger führen bei Schweinen im Alter von etwa
18 Wochen häufig zu klinischen Erkrankungen (DEE, 1997). Inzwischen werden aber
respiratorische Erkrankungen bei Schweinen im Alter von 6. bis 24. Lebenswochen
unter dem Begriff des PRDC zugefasst und auch Infektionen mit weiteren Erregern,
wie Actinobacillus (A.) pleuropneumoniae und porcine circovirus type 2 (PCV2)
einbezogen (THACKER und THACKER, 1999).
Da in die retrospektive Bewertung einer möglichen Erregerübertragung zwischen
Herden in der Regel die Interpretation von Laborbefunden eingeht, werden in der
Übersicht zuerst die, in Deutschland in der Routinediagnostik üblicherweise
verwendeten Methoden und deren Sensitivität und Spezifität dargestellt. Darüber
9
hinaus wird auf die Eignung der verschiedenen Materialien für die einzelnen
Untersuchungen
eingegangen.
Die
Festlegung
und
Bewertung
von
Stichprobenumfängen konnte aufgrund der Komplexität der Thematik nicht weiter
berücksichtigt werden und sollte in der einschlägigen Literatur nachgelesen werden
(KREIENBROCK und GLASER, 2006).
Anschließend werden die verschiedenen Übertragungswege für die einzelnen
Erreger
des
PRDC
zusammengefasst.
Dabei
werden
zuerst
die
Übertragungsmöglichkeiten durch den direkten Kontakt mit infizierten Schweine
dargestellt und bewertet. Von besonderem Interesse sind hier die Zeiträume, in
denen das Risiko einer Erregerausscheidung besteht. Wegen des besonderen
Risikos einer überregionalen Erregerübertragung mit dem Sperma aus infizierten
Besamungsstationen, wird anschließend separat auf die Möglichkeiten der
Erregerausscheidung mit dem Sperma eingegangen. Die mögliche Ausbreitung der
Erreger mit der Luft wird anhand von epidemiologischen Studien und experimentellen
Infektionsversuchen beschrieben. Abschließend werden die bisher untersuchten
indirekten Übertragungsmöglichkeiten durch belebte und unbelebte Vektoren
dargestellt. Als belebte Vektoren werden Menschen und andere Tierarten
angesehen. In diesem Zusammenhang wird auch die Tenazität des Erregers an
verschiedenen belebten und unbelebten Vektoren zusammengefasst. Das Risiko zur
Übertragung der Erreger des PRDC wird im Anhang in tabellarischer Form bewertet.
10
Kapitel 2
Die Übertragung von Erregern des
porcine respiratory disease complex (PRDC)
zwischen Schweineherden
– eine Literaturübersicht
1. Mitteilung – Diagnostik, Übertragung durch Tierkontakte
11
Außenstelle für Epidemiologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
Die Übertragung von Erregern des porcine respiratory disease complex (PRDC)
zwischen Schweineherden – eine Literaturübersicht
1. Mitteilung – Diagnostik, Übertragung durch Tierkontakte
Transmission of agents of the porcine respiratory disease complex (PRDC) between
swine herds: a review
Part 1 – diagnostics, pathogen transmission via pig movement
WOESTE, K., GROSSE BEILAGE, E.
Korrespondenzadresse:
Priv. Doz. Dr. Elisabeth große Beilage, Dipl. ECPHM
Außenstelle für Epidemiologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
Büscheler Str. 9
49456 Bakum
+49 (0)4446-9599115
Email: [email protected]
12
Zusammenfassung
Die
verschiedenen
Übertragungswege
von
Erregern
des
PRDC
(PRRSV,
Influenzavirus A, PCV2, M. hyopneumoniae, A. pleuropneumoniae) zwischen
Schweineherden haben hinsichtlich der Entwicklung von Strategien zur Prävention
eines Erregereintrags besondere Bedeutung für die tierärztliche Betreuung von
Schweinebeständen. Retrospektiv ergibt sich die Notwendigkeit der Bewertung von
Risikofaktoren für eine Erregerübertragung häufig in Streitfällen. Anhand der
vorliegenden Literaturübersicht wird der Stand des Wissens für die Übertragung der
Erreger des PRDC zusammengefasst. Da die Bewertung von Untersuchungen zum
Erregernachweis im Einzelfall erheblich von den in der Diagnostik verwendeten Tests
beeinflusst wird, sind auch die in der Routinediagnostik üblichen Methoden
dargestellt. Dabei wird besonders auf die Grenzen der Interpretation von Befunden
eingegangen. Anschließend wird die Übertragung durch Tierkontakte in diesem
ersten Teil der Übersicht zusammengefasst.
Schlüsselworte
Schwein, PRDC, Diagnostik, Übertragung, Tierkontakte
Summary
Knowledge on the different ways of transmitting PRDC pathogens (PRRSV, influenza
virus A, PCV 2, M. hyopneumoniae, A. pleuropneumoniae) between swine herds is of
special interest for the development of biosecurity measures or the retrospective risk
analysis in the framework of activities of the consulting veterinarian.
In this literature review the current knowledge of the transmission of PRDCpathogens is summarized. Since the assessment of investigations into pathogen
detection in detail is influenced considerably by the chosen test for the diagnosis, the
standard methods of routine diagnostic procedures are described. In this context the
limits of the interpretation of the diagnostic findings are especially described in detail.
Finally, the transmission caused by pig movement is summarized in this first part of
the review.
Keywords
Pig, PRDC, diagnostic, transmission, pig movement
13
Einleitung
Der Eintrag von respiratorischen Erkrankungen in Schweineherden führt im
Tierhandel häufig zu Streitfällen, von denen einige auch gerichtlich geklärt werden
müssen. Das Gericht bestellt zur Bewertung des Krankheitseintrages in der Regel
einen tierärztlichen Sachverständigen, dessen Gutachten auf dem aktuellen
Wissensstand basiert. Die vorliegende Literaturübersicht wurde mit dem Ziel erstellt,
die relevante Literatur zusammenzufassen und damit tierärztlichen Beratern und
Gutachtern eine Grundlage für die Bearbeitung von Fragen zur Übertragung von
Erregern respiratorischer Erkrankungen zwischen Schweineherden zu geben.
In der Übersicht werden besonders die Erreger berücksichtigt, die dem sogenannten
porcine respiratory disease complex (PRDC) zugeordnet werden (THACKER und
THACKER, 1999). Als PRDC wurden in der ursprünglich Definition des Begriffes
Erkrankungen von Schweinen im Alter von etwa 18 Wochen bezeichnet, die durch
Koinfektionen mit M. hyopneumoniae, porcine reproductive and respiratory syndrome
virus (PRRSV) und/oder Influenzavirus A entstehen (DEE, 1997). Inzwischen wird
der
Begriff
weltweit
für
die
Beschreibung
von
multiplen
Infektionen
des
Respirationstraktes bei Schweinen im Alter von etwa 6 bis 24 Wochen verwendet.
Neben den genannten Erregern werden unter anderem auch Actinobacillus (A.)
pleuropneumoniae und das porcine circovirus type 2 (PCV2) dem PRDC zugeordnet
(THACKER und THACKER, 1999). Die vorliegende Literaturübersicht ist nach den
verschiedenen Übertragungswegen und den einzelnen Erregern gegliedert.
Diagnostik
Die Interpretation von Untersuchungen zum Erregernachweis erfordert immer auch
eine kritische Betrachtung der Möglichkeiten und Grenzen der jeweiligen
Untersuchungsmethode
sowie
des
verwendeten
Materials
und
Stichprobenumfanges. Vor- und Nachteile der verschiedenen Methoden und
Materialien werden nachfolgend zusammengefasst, während auf eine so komplexe
Problematik wie die Bewertung von Stichprobenumfängen hier nicht eingegangen
werden
kann.
Die
Zusammenfassung
der
Methoden
zum
spezifischen
Erregernachweis berücksichtigt vorrangig solche Verfahren, die in Deutschland in der
Routinediagnostik verwendet werden. Diese Beschränkung ergibt sich aus der
Tatsache,
dass
Gutachter
fast
ausschließlich
mit
der
Interpretation
von
14
Untersuchungen befasst sind, die mit Methoden der Routinediagnostik durchgeführt
wurden. Für Untersuchungen am Respirationstrakt des Schweines wird der
klassische
kulturelle
Erregernachweis
hauptsächlich
zum
Nachweis
zellwandtragender Bakterien genutzt. Der Nachweis ist mit einfachen kulturellen
Standardverfahren
möglich,
Resistenzprüfung unterzogen
bei
denen
die
Isolate
anschließend
werden können. Für den Nachweis
einer
von M.
hyopneumoniae und A. pleuropneumoniae sind inzwischen auch Untersuchungen
mittels Polymerase-Chain-Reaction (PCR) etabliert (GOTTSCHALK und TAYLOR,
2006; THACKER, 2006). Die verschiedenen viralen Erreger werden in der
Routinediagnostik fast ausschließlich mittels PCR und serologischen Verfahren zum
Antikörpernachweis detektiert (OLSEN et al., 2006; SULLIVAN et al., 2006;
ZIMMERMAN et al., 2006).
- PRRSV
Der
kulturelle
Nachweis
von
PRRSV
EU-Genotyp
erfolgt
bevorzugt
auf
Alveolarmakrophagen, während der US-Genotyp üblicherweise auf permanenten
Zellinien (MA-104, MARC-145) vermehrt wird (ZIMMERMAN et al., 2006). Die
Viruskultur des PRRSV hat für die Routinediagnostik wegen des hohen Aufwandes
allerdings kaum Bedeutung. Die RT (reverse transcriptase) -PCR hat dagegen in den
vergangenen Jahren breite Anwendung gefunden. Der Nachweis erregerspezifischer
Genomfragmente kann mittels one-step RT-PCR (s. u.a. MARDASSI et al., 1994;
VAN WOENSEL et al., 1994; EGLI et al., 2001), nested RT-PCR (s. u.a. SHIN et al.,
1998; GUARINO et al., 1999), real-time RT-PCR (CHUNG et al., 2005;
KLEIBOEKER et al., 2005) oder multiplex RT-PCR (HARDER und HUEBERT, 2004)
durchgeführt werden. Die analytische Sensitivität der genannten PCR Verfahren wird
mit 4 bis 6 log10 für die RT-PCR (SHIN et al., 1998; EGLI et al., 2001) und 5 bis 10
log10 für die real-time RT-PCR (CHUNG et al., 2005; KLEIBOEKER et al., 2005)
angegeben. Die multiplex RT-PCR wird aufgrund der geringeren Sensitivität
vorrangig als screening in klinisch auffälligen Herden eingesetzt und sollte nicht in
Beständen verwendet werden, in denen die Bestätigung der Freiheit von PRRSV das
Ziel der Untersuchung ist. Die auffallend hohe Mutationsrate des PRRSV bedingt
eine hohe Sequenzvariation (HANADA et al., 2005; INDIK et al. 2005) und damit die
Notwendigkeit, die primer ständig auf ihre Spezifität gegenüber den aktuell
zirkulierenden Feldvirusstämmen zu prüfen (CHRISTOPHER-HENNINGS et al.,
15
2003). Bei der Interpretation von PCR-Ergebnissen verschiedener Labore ist zu
berücksichtigen, dass sich die PCR-Protokolle teils deutlich unterscheiden und auch
die Verwendung unterschiedlicher primer zu abweichenden Ergebnissen führen kann
(TRUYEN et al., 2006). Untersuchungen mittels PCR auf PRRSV werden bevorzugt
an
Lungengewebe,
bronchioalveolärer
Lavageflüssigkeit,
Lymphknoten,
Tonsillengewebe und Serum durchgeführt. Der Nachweis erregerspezifischer
Genomfragmente ist im Serum infizierter Tiere im Stadium der Virämie ab etwa 24 h
post infectionem (p.i.) zu erwarten (REICKS et al., 2006). Die Dauer der Virämie wird
vom Alter und Immunstatus der Tiere bestimmt. Nach Erstinfektion von Ferkeln kann
die Virämie 3 - 4 Wochen, bei intrauterin infizierten Ferkeln sogar bis zu 10 Wochen
andauern. Bei adulten Schweinen dauert die Virämie nach der Erstinfektion häufig
nur 2 Wochen (BENFIELD et al., 1997). In Lymphknoten, in denen das Virus
persistiert, ist ein Nachweis bis zu 8,5 Monate möglich (WILLS et al., 2003).
Serologische Untersuchungen zum Nachweis von Antikörpern gegen das PRRSV
werden in vielen Laboren mit dem HerdChek 2XR®-ELISA (Idexx, Westbrook, MN,
USA) durchgeführt (CORNAGLIA et al., 2004). Der Test weist Antikörper (IgG)
sowohl gegen den EU-Genotyp als auch den US-Genotyp nach, wobei eine
Genotypdifferenzierung nicht ermöglicht ist (NELSON et al., 1994). Eine Infektion mit
dem US-Genotyp wird bereits ab 9 Tagen p.i. angezeigt, während die Reaktion auf
eine Infektion mit dem EU-Genotyp ab etwa 15 Tagen p.i. nachweisbar ist
(SEUBERLICH et al., 2002). Die Antikörperkonzentrationen, die mittels ELISA
nachgewiesen werden, erreichen etwa 4 Wochen p.i. ihren Höhepunkt und fallen in
der Regel innerhalb von 10 Monaten unter die Nachweisgrenze (NELSON et al.,
1994). Es gibt aber auch Tiere die schon 4 bis 6 Monate p.i. im ELISA negativ
reagieren (YOON et al., 1995). Die mehrfache Exposition durch einen homologen
(identischen) Erregerstamm führt – anders als bei sonstigen Infektionen – häufig
nicht zu einem erneuten Anstieg der vom Test detektierten Antikörperfraktion, so
dass die Tiere im ELISA negativ bleiben (McCAW, 2003; McCAW et al., 2004).
Maternale Antikörper gegen das PRRSV sind mittels ELISA etwa 4 bis 8 Wochen
post natum nachweisbar (ALBINA et al., 1994; NODELIJK et al., 1996). Die
serologische Reaktion auf die Impfung mit einem attenuierten Impfstoff sowie die
Infektion mit vaccine-like Isolaten führt, wie die Infektion mit dem Wildtyp zu einem
ausgeprägten Anstieg der Antikörperkonzentration, der ebenfalls innerhalb von 10
bis 14 Tagen p.i. nachweisbar ist (MENGELING, 2005; LILLIE et al., 2006). Die
16
Interpretation einer Seroreaktion als Beweis für eine Infektion setzt daher voraus,
dass eine vorhergehende Impfung oder die freie Zirkulation von vaccine-like Isolaten
(BØTNER et al., 1997) ausgeschlossen wurde. Der Nachweis neutralisierender
Antikörper, der in Deutschland erst seit kurzem für die Routinediagnostik angeboten
wird (BÖTTCHER et al., 2006), ist mit 3 - 4 Wochen p.i. erst spät möglich (YOON et
al., 1994; MEIER et al., 2003) und daher kaum für Untersuchungen zur Bewertung
einer Erregerübertragung zwischen Herden geeignet.
Alle
bislang
verfügbaren
Testverfahren
zum
Nachweis
von
PRRSV
sind
ausschließlich geeignet, den Infektionsstatus einer Herde zu bestimmen; der
Infektionsstatus von Einzeltieren kann mit keinem Test ausreichend sicher
festgestellt werden (BATISTA et al., 2004; DEE, 2004; MATEU et al., 2006).
- Influenzavirus A
Influenza wird bei Schwein in Europa hauptsächlich durch die Subtypen H1N1, H1N2
und H3N2 hervorgerufen (EASTERDAY, 1972; CASTRUCCI et al., 1993; OLSEN et
al., 2000; CHOI et al., 2002b). Die Viruskultur in embryonierten Hühnereiern ist der
gold standard für den direkten Nachweis von Influenzavirus A; eine Sensitivität von
100% wird aber auch mit dieser Methode nicht erreicht (SWENSON et al., 2001).
Für den Nachweis von Influenzavirus A sind inzwischen verschiedene PCRVerfahren
etabliert,
zu
denen
eine
one-step
RT-PCR
gehört,
mit
der
Genomfragmente detektiert werden, die spezifisch für das Haemagglutinin (H) 1 sind
(SCHOOR et al., 1994). Mit der Entwicklung von zwei, für die Haemagglutinine 1 und
3 sowie die Neuraminidasen (N) 1 und 2 spezifischen multiplex RT-PCR wurde die
Differenzierung der Subtypen H1N1, H1N2 und H3N2 möglich (CHOI et al., 2002a).
Im Rahmen der Validierung der multiplex RT-PCR konnte eine vollständige
Übereinstimmung mit der parallel durchgeführten Virusisolation erreicht werden. Die
analytische Sensitivität wird mit 5 log10 angegeben (CHOI et al., 2002b).
Darüberhinaus sind real-time RT-PCR Protokolle für die Detektion matrixspezifischer
Genomfragmente beschrieben (RICHT et al., 2004; LANDOLT et al. 2005). Die
Sensitivität wird mit 0,94, die Spezifität mit 0,85 (RICHT et al., 2004) resp. 0,88 bis
1,0 (LANDOLT et al., 2005) angeben. Neben der Detektion matrixspezifischer
Genomfragmente ist auch die Verwendung von H- und N-spezifischen primern für die
Subtypdifferenzierung mittels real-time RT-PCR beschrieben (RICHT et al., 2004).
17
Für
die
Routinediagnostik
Lungengewebe
und
mittels
bronchioalveoläre
PCR
sind
grundsätzlich
Lavageflüssigkeit
Nasentupfer,
geeignet.
Probleme
ergeben sich dabei aus der, im Vergleich mit PRRSV- oder PCV2-Infektionen meist
nur kurz andauernden Virusausscheidung, die den Zeitraum für eine erfolgreiche
Probenentnahme stark einengt. Die Virusausscheidung erreicht etwa 48 h p.i. den
Höhepunkt und geht innerhalb von 8 Tagen deutlich zurück (BROWN et. al., 1993;
CHOI et al., 2004).
Für den serologischen Nachweis von Antikörpern gegen Influenzavirus A wird der
aufwendige Haemagglutinationshemmungstest (HAHT) zunehmend durch ELISA
Verfahren ersetzt. In der Routinediagnostik finden der Idexx HerdChek® H1N1 ELISA
und der erst kürzlich zugelassene Idexx HerdChek® H3N2 ELISA breite Anwendung
(FLECK et al., 2006). ELISA-Tests für den routinemäßigen Nachweis von
Antikörpern gegen den Subtyp H1N2 sind bisher nicht verfügbar. Vergleichende
Untersuchungen haben gezeigt, dass die Spezifität der ELISA weitgehend der des
HAHT entspricht, dessen Sensitivität aber nicht erreicht (YOON et al., 2004). Der
Nachweis von Antikörpern mittels HAHT ist bereits 7 Tage p.i. zuverlässig möglich,
während der ELISA die Seren zu diesem Zeitpunkt noch vollständig als negativ
bewertet. Positiv eingestufte Reaktionen sind erst ab 14 Tage p.i. bei 75 % der Seren
und 28 Tage p.i. bei allen Seren nachweisbar. Der frühe Nachweis einer Infektion im
HAHT beruht sehr wahrscheinlich auf der Detektion von IgM und IgG während der
ELISA ausschließlich IgG Antikörper bindet (YOON et al., 2004). Bei der
Interpretation serologischer Befunde von Schweinen bis zu einem Alter von 3 bis 4
Monaten ist zu beachten, dass die Reaktion auf eine Influenzavirus-A-Infektion bei
Tieren, die noch über maternale Antikörper verfügen, weniger deutlich ausgeprägt ist
(EASTERDAY, 1971; RENSHAW, 1975; LOEFFEN et al., 2003; KITIKOON et al.,
2006). Darüberhinaus ist zu bedenken, dass serologische Reaktionen auf eine
Impfung gegen Influenza nicht von einer Reaktion auf eine Infektion zu
unterscheiden sind.
- PCV2
Zum Nachweis des PCV 2 werden im Rahmen der Diagnostik des postweaning
multisystemic wasting syndrome (PMWS) üblicherweise Untersuchungen mittels insitu Hybridisierung (CHOI und CHAE, 1999; ROSELL et al., 1999) oder
Immunhistochemie (McNEILLY et al., 1999, ROSELL et al., 1999) durchgeführt.
18
Beide Methoden haben zum Ziel, den Erreger im direkten Zusammenhang mit
typischen pathologischen Veränderungen darzustellen (ROSELL et al., 1999; ALLAN
et al., 2000; SEGALES et al., 2005). In Deutschland werden beide Verfahren
allerdings kaum für die Routinediagnostik angeboten, so dass in der Mehrzahl der
Fälle ausschließlich ein Erregernachweis mittels PCR durchgeführt wird (GROSSE
BEILAGE und BRAKMANN, 2004). Wegen des ubiquitären Vorkommens von PCV2
darf die Feststellung der Infektion nicht als Nachweis von PMWS interpretiert
werden.
Für den PCV2-Nachweis sind verschiedene one-step, nested und real-time PCR
beschrieben (LAROCHELLE et al., 1999; CHOI et al., 2000; FENAUX et al., 2000;
HAMEL et al., 2000; KIM et al., 2001; QUINTANA et al., 2001; OLVERA et al., 2004;
CHUNG et al., 2005). Die analytische Sensitivität wird mit 1 log10 bis 4-6 log10
angegeben (SHIN et al., 1998; LIU et al., 2000; EGLI et al., 2001; CHUNG et al.,
2005). PCV2 wird mit den Sekreten des Respirationstraktes sowie über Harn und Kot
ausgeschieden, so dass von lebenden Schweinen Nasentupfer, Tonsillenbioptate,
bronchiolaveoläre Lavageflüssigkeit sowie Serum während der Virämie und von
verendeten
Schweinen
Lymph-
oder
Lungengewebe
als
Material
für
die
Routinediagnostik geeignet sind (KRAKOWKA et al., 2000; MAGAR et al., 2000;
BOLIN et al., 2001; HARMS et al., 2001; REYNAUD et al., 2001; CALSAMIGLIA et
al.,
2004;
SEGALES
et
al.,
2005).
Experimentelle
Untersuchungen
zur
Ausscheidungsdynamik haben gezeigt, dass mittels PCR ein Erregernachweis aus
Tonsillen- und Nasentupfern sowie Kot ab 24 h p.i. möglich ist (SHIBATA et al.,
2003; CAPRIOLI et al., 2006). Der Nachweis im Serum ist intermittierend ab etwa 4
bis 5 Tagen p.i. (LAROCHELLE et al., 2000) über einen Zeitraum von 6 bis 10
Wochen, in einigen Fällen aber auch über 6 Monate möglich (BOLIN et al., 2001;
MOALIC et al., 2001; LAROCHELLE et al., 2003; SHIBATA et al., 2003;
OPRIESSNIG et al., 2004; McINTOSH et al., 2006).
Die Untersuchung von Serum auf Antikörper gegen PCV2 kann grundsätzlich mittels
immunoperoxidase monolayer assay (IPMA) als auch mit ELISA Verfahren
durchgeführt werden (RODRIGUEZ-ARRIOJA et al., 2000; SALA et al., 2000;
WALKER et al., 2000; NAWAGITGUL et al., 2002; BLANCHARD et al., 2003). Für
die ELISA-Tests wird in der Regel ein von ORF2 kodiertes Kapselprotein als Antigen
verwendet; die Sensitivität und Spezifität wird mit 0,98 resp. 0,95 angeben
(BLANCHARD et al., 2003). Der Zeitraum zwischen der Infektion und dem Nachweis
19
einer Serokonversion liegt bei etwa 2 bis 3 Wochen (BOLIN et al., 2001;
NAWAGITGUL et al., 2002; BLANCHARD et al., 2003; OPRIESSNIG et al., 2004).
- M. hyopneumoniae
Der kulturelle Nachweis von M. hyopneumoniae ist extrem schwierig (THACKER,
2006) und daher weltweit wenigen Untersuchungseinrichtungen vorbehalten.
Darüber hinaus erfordert ein kultureller Nachweis wenigstens 103 bis 106 Keime/ml
Probenmaterial (DOSTER et al., 1985) und ist damit wenig sensitiv (CALSAMIGLIA
et al., 1999).
Für den Nachweis erregerspezifischer Genomfragmente sind verschiedene one-step
(BAUMEISTER et al., 1998), nested (STÄRK et al., 1998; CALSAMIGLIA et al.,
1999; VERDIN et al., 2000; KURTH et al., 2002), real-time (DUBOSSON et al., 2004)
und multiplex RT-PCR (HARDER und HUEBERT, 2004) beschreiben. Auch wenn die
Validierung verschiedener PCR-Protokolle grundsätzlich gezeigt hat, dass die PCR
ein sehr spezifisches Verfahren zum Nachweis von M. hyopneumoniae ist, ergeben
sich Fragen, in welchem Maße unterschiedliche Feldisolate zuverlässig erkannt
werden. Die verschiedenen PCR-Verfahren verwenden primer, die Regionen des
Genoms repräsentieren, deren Stabilität derzeit nicht einzuschätzen ist (SULLIVAN
et al., 2006). Außerdem ist die genetische Variabilität von M.-hyopneumoniaeFeldisolaten bisher kaum untersucht (VICCA et al., 2003; STRAIT et al., 2004).
Zweifel an der Eignung einzelner PCR-Protokolle alle Feldisolate sicher zu erkennen,
ergeben sich aus vergleichenden Untersuchungen (DUBOSSON et al., 2004). Bei
einer
älteren
PCR
(BAUMEISTER
et
al.,
1998)
hat
der
Vergleich
der
Primersequenzen mit aktuell publizierten Sequenzen aus dem Schweinegenom
(Genebank BP 161692) den Verdacht ergeben, dass die PCR nicht nur M.
hyopneumoniae, sondern auch Schweinegenom detektiert (NATHUES, pers.
Mitteilung 12.10.2005).
Die Eignung der verschiedenen Probenmaterialien, an denen eine Untersuchung
mittels
PCR
grundsätzlich
möglich
ist
(Lungengewebe,
bronchiolaveoläre
Lavageflüssigkeit, Bronchus-, Tonsillen- und Nasentupfer) wird kontrovers diskutiert.
Lungengewebe hat sich in verschiedenen Untersuchungen übereinstimmend als sehr
gut geeignet für den Nachweis von M. hyopneumoniae aus pneumonisch
veränderten Lokalisationen erwiesen. Frühe Stadien der Infektion sind aber
möglicherweise
besser
an
bronchioalveolären
Lavageproben
zu
erkennen
20
(NATHUES et al., 2006). Im Gegensatz zu diesen Materialien haben Nasentupfer
den Vorteil einer schnellen und einfachen Entnahme. Da M. hyopneumoniae die
Nasenschleimhaut üblicherweise nicht besiedelt, reduziert sich die Chance eines
Erregernachweises (CALSAMIGLIA et al., 1999; KURTH et al., 2002). Nasentupfer
können unter Feldbedingungen für die Überwachung des Infektionsstatus von
Herden verwendet werden, sind aber nicht das geeignete Material, den
Infektionsstatus von Einzeltieren zu untersuchen (OTAGIRI et al., 2005).
Für den Nachweis von Antikörpern gegen M. hyopneumoniae wurden in der
Routinediagnostik in Deutschland in den letzten Jahren vorrangig drei Tests
eingesetzt, ein inzwischen nicht mehr verfügbarer indirekter Tween-20 ELISA
(Chekit-Hyoptest®, Bommeli, Liebefeld, Schweiz) sowie ein indirekter ELISA
(HerdChek® M. hyopneumoniae, Idexx) und ein blocking-ELISA (Dako M.
hyopneumoniae ELISA kit, DAKO A/S, Glostrup, Denmark). Die Spezifität der
indirekten ELISA wurde mehrfach kontrovers diskutiert (ABIVEN et al., 1990;
BEREITER et al., 1990; STRASSER et al., 1992; WALLGREEN et al., 1996;
CHITTICK et al., 2002; AMERI-MAHABADI et. al., 2005). Vergleichende aktuelle
Untersuchungen an Schweinen, die experimentell mit M. hyopneumoniae, M.
flocculare, M. hyorhinis oder M. hyosynoviae infiziert waren, haben aber ergeben,
dass beide indirekten ELISA eine Spezifität von 1,0 für die Erkennung von
Antikörpern gegen M. hyopneumoniae haben (STRAIT und THACKER, 2006).
Hinsichtlich ihrer Sensitivität sind alle ELISA Tests mit dem Problem behaftet, dass
sie Antikörperreaktionen in einer sehr weiten Zeitspanne von etwa 2 bis 8 Wochen
p.i. anzeigen (NICOLET et al., 1990; KOBISCH et al., 1993; MORRIS et al., 1995;
GROSSE BEILAGE et al. 2005). Bei serologischen Verlaufsuntersuchungen an
experimentell infizierten Schweinen konnten mit indirekten ELISA bis 14 Tage p.i.
keine Antikörper festgestellt werden; erst 21 Tage p.i. erkannte der Tween-20 ELISA
48% der Schweine und der HerdChek® M. hyopneumoniae 61% der Schweine als
infiziert (STRAIT und THACKER, 2006). Umfangreiche Untersuchungen an 200
mittels Aerosolen infizierter Schweine haben gezeigt, dass mit dem blocking-ELISA
die ersten infizierten Tiere bereits 8 Tage p.i. detektiert werden können. Die letzten
Serokonversionen wurden 46 Tage p.i. festgestellt, während der mittlere Zeitpunkt für
den Nachweis der Serokonversion bei 22 Tagen lag (SØRENSEN et al., 1994;
SØRENSEN et al., 1997). Andere vergleichende Untersuchungen (ERLANDSON et
al., 2002; AMERI-MAHABADI et al., 2005) haben gezeigt, dass der blocking-ELISA
21
besonders während früher Infektionsphasen über eine bessere Sensitivität verfügt.
Die indirekten ELISA sind dagegen besser geeignet, Impfantikörper zu detektieren
(CHITTICK et al., 2002). Die Sensitivität der Tests variiert in Abhängigkeit vom
Stadium der Infektion so deutlich, dass die Interpretation negativer Ergebnisse
erheblich erschwert ist (STRAIT und THACKER, 2005; SULLIVAN et al., 2006).
Positive Ergebnisse können sowohl auf einer Infektion, als auch auf dem Nachweis
von Impf- oder maternal übertragenen Antikörpern beruhen (GROSSE BEILAGE et
al., 2005; SULLIVAN et al., 2006). Ein Nachweis maternaler Antikörper ist mittels
ELISA etwa bis zur 8. Lebenswoche möglich (CLARK et al. 1991; YAGIHASHI et al.
1993)
A. pleuropneumoniae
Die A.-pleuropneumoniae-Infektion ist in der Schweinepopulation endemisch
(POPPE, 1997; MAES et al., 2002). Gemessen an der mittleren Seroprävalenz von
etwa 55 %, erkrankt aber nur ein geringer Anteil der Schweine an der AktinobazillusPleuropneumonie (APP), so dass bei der Befundinterpretation zwischen dem
Nachweis der Infektion und der Feststellung der Erkrankung zu differenzieren ist
(VELTHUES et al., 2002; VIGRE et al., 2002; GOTTSCHALK et al., 2003).
Der direkte Nachweis von A. pleuropneumoniae erfolgt in der Routinediagnostik
üblicherweise
mittels
Serotypdifferenzierung
kultureller
kann
Standardverfahren;
mittels
die
anschließende
Komplementbindungsreaktion
(KBR)
durchgeführt werden (QUINN et al., 1994; GOTTSCHALK und TAYLOR, 2006). Der
kulturelle Nachweis ist, entsprechend der teilweise nur wenige Stunden dauernden
Inkubationszeit
(GOTTSCHALK
und
TAYLOR,
2006),
bei
perakutem
Krankheitsverlauf schon innerhalb von 24 h p.i. möglich (LIGGETT et al., 1987;
JACOBSEN et al., 1996; JOBERT et al., 2000; VELTHUIS et al., 2003). Als
Untersuchungsmaterial sind besonderes typisch verändertes Lungengewebe und
Tonsillen geeignet (JOBERT et al., 2000).
Seit einigen Jahren erfolgt die Routinediagnostik von A. pleuropneumonie
zunehmend mittels PCR-Verfahren, deren Sensitivität der Kultur mit bis zu dreifach
höheren Nachweisraten deutlich überlegen ist (SAVOYE et al., 2000). Neben onestep
sind
nested-PCR-Protokolle
validiert,
die
allerdings
beide
nur
eine
Speziesidentifikation ermöglichen (SIROIS et al., 1991; GRAM et al., 1998; LO et al.,
1998; HERNANZ MORAL et al., 1999; SAVOYE et al., 2000; CHIERS et al., 2001;
22
SCHALLER et al., 2001). Eine Serotypdifferenzierung ist mittels multiplex PCR
möglich, bei der Genomabschnitte amplifiziert werden, die für die verschiedenen
Apx-Toxine kodieren (STHITMATEE et al., 2003; RAYAMAJHI et al., 2005).
Vergleichende Untersuchungen mit verschiedenen PCR-Protokollen haben gezeigt,
dass mit einigen PCR nicht nur Genomfragmente von A. pleuropneumoniae, sondern
auch von A. lignieresii und A. equuli amplifiziert werden (FITTIPALDI et al., 2003).
Die analytische Sensitivität der verschiedenen PCR-Protokolle war bei direkter
Verwendung von Tonsillen mit 2 - 9 log10 sehr variabel, aber der Standardkultur
überlegen (FITTIPALDI et al., 2003).
Für den Nachweis von A. pleuropneumoniae mittels PCR sind die gleichen
Materialien wie für die Kultur, also besonders Tonsillenbioptate und Lungengewebe
geeignet, während die Nachweisraten aus bronchiolaveolärer Lavageflüssigkeit und
Nasentupfern merklich geringer sind (GRAM et al., 2000; SAVOYE et al., 2000;
CHIERS et al., 2001). Die Nachweisrate ist bei Verwendung der gesamten Tonsille
dem Tonsillenbioptat überlegen (FITTIPALDI et al., 2003).
Der Nachweis von Antikörpern gegen Lipopolysaccharide (LPS) oder outer
membrane protein (OMP) von A. pleuropneumoniae erfolgt inzwischen weitgehend
mittels serotypspezifischer, indirekter oder blocking-ELISA-Verfahren (NIELSEN et
al., 1991; NIELSEN, 1995; ENØE et al., 2001; KLAUSEN et al., 2001; KLAUSEN et
al., 2002; VIGRE et al., 2004). Zum Nachweis von Antikörpern gegen die Serotypen
2, 6 und 12 ist ein Mix-ELISA beschrieben (GRØNDAHL-HANSEN et al., 2003). Die
Spezifität und Sensitivität eines polyklonalen blocking-ELISA zum Nachweis von
Antikörpern gegen den Serotyp 2 wird mit 1,0 resp. 0,93 angegeben (NIELSEN et al.,
1991; ENØE et al., 2001). Für andere ELISA zum Nachweis von Antikörpern gegen
die Serotypen 5 resp. 6 sind die Spezifität und Sensitivität mit 1,0 und 0,97 resp. 1,0
und 0,98 angegeben (KLAUSEN et al., 2001; KLAUSEN et al., 2002). Mittels LPSELISA (Swinechek®, Vetoquinol Diagnostics) sind Kontaktinfektionen innerhalb von 5
bis 13 Tagen p.i. nachweisbar (SAVOYE et al., 2000), während ein anderer LPSELISA eine Serokonversion frühestens 9 Tage p.i. detektierte (KLAUSEN et al.,
2002). In Untersuchungen an Tiergruppen war eine Serokonversion mittels LPSELISA zwischen 2 und 4 Wochen p.i. nachweisbar (VIGRE et al., 2002).
Die diagnostischen Einschränkungen, die sich aus der Serotypspezifität der LPSund OMP-ELISA ergeben, lassen sich teilweise mit der Verwendung von indirekten
ELISA zum Nachweis von Antikörpern gegen die Apx-Toxine umgehen (LEINER et
23
al., 1999; NIELSEN et al., 2000; DREYFUS et al., 2004). Eine Serokonversion ist
mittels Apx-ELISA nach experimenteller Infektion innerhalb von 1 bis 3 Wochen
nachweisbar (NIELSEN et al., 2000). Die Spezifität der ELISA zum Nachweis von
Antikörpern gegen Apx I bis III ist aber durch Kreuzreaktionen mit den von A. rossii
und A. suis gebildeten Apx-Toxinen eingeschränkt (SCHALLER et al., 2000;
GOTTSCHALK et al., 2003; DREYFUS et al., 2004). Apx-IV wird dagegen
ausschließlich von A. pleuropneumoniae gebildet (FREY und KUHNERT, 2002), so
dass die Spezifität des von Dreyfus et al. (2004) beschriebenen indirekten Apx-IVELISA 1,0 und die Sensitivität 0,94 erreicht. Der Apx-IV-ELISA detektiert Antikörper
gegen A. pleuropneumoniae ab etwa 3 Wochen p.i. (DREYFUS et al., 2004) bis 120
Tage p.i. (SCHALLER et al., 1999). Eine Differenzierung serologischer Reaktionen
gegen eine Infektion resp. Impfung scheint möglich, wenn eine Subunit-Vakzine
(Porcilis® APP, Intervet, Boxmeer, Niederlande) verwendet wird, die keine Antikörper
gegen Apx-IV Toxine induziert. Der Nachweis von Apx-IV Antikörpern wird daher als
Wildtyp-Infektion interpretiert (RIDREMONT et al., 2006). Bei Verwendung von
Ganzzell-Vakzinen ist eine Differenzierung dagegen nicht möglich.
Übertragung durch Tierkontakte
- PRRSV
Der Erreger ist weitgehend speziesspezifisch und wird hauptsächlich mit dem Handel
infizierter, klinisch unauffälliger Schweine verbreitet (GROSSE BEILAGE et al., 1991;
GEUE, 1995; LE POTIER et al., 1997; GOLDBERG, 2000). Die Übertragung erfolgt
mit Sekreten des Respirationstraktes sowie über Speichel, Harn, Milch, Sperma und
Kot (YOON et al., 1993; ROSSOW et al., 1994; CHRISTOPHER HENNINGS et al.,
1995; WILLS et al., 1997; WAGSTROM et al., 2001). Die oronasale PRRSV-Infektion
führt innerhalb von 12 Stunden zu einer Virämie und dem Erregernachweis in
Makrophagen der Nasenschleimhaut, Lunge und Tonsillen (ROSSOW et al., 1995;
ROSSOW
et
al.,
1996).
Der
Zeitpunkt
der
frühesten
beschriebenen
Erregerausscheidung lässt sich anhand von Untersuchungen zur Ausscheidung in
Aerosolen der Atemluft auf 2 Tage p.i. festlegen (CHO et al., 2006). Andere
Untersuchungen (ALBINA et al., 1994) legen aber den Verdacht nahe, dass eine
Erregerausscheidung
schon
früher
stattfindet.
Untersuchungen
verdächtiger
24
Schweine sollten daher sofort bei Ankunft eingeleitet werden. Im Anschluss an die
akute Phase der Infektion kann der Erreger über einen Zeitraum von mehreren
Monaten im Tier persistieren; mittels PCR war ein Nachweis bis zu 251 Tage p.i. aus
Tonsillengewebe möglich (WILLS et al., 2003). Eine Erregerübertragung durch
Tierkontakte ist bis zu 86 resp. 99 Tage p.i. nachgewiesen (ZIMMERMAN et al.,
1992; BIERK et al., 2001), während 120, 135 und 150 Tage p.i. keine Übertragung
stattfand (FANO et al., 2004). Eine, in der Regel intermittierende, Ausscheidung mit
Harn ist über 14 Tage, mit Speichel bis zu 42 Tage (WILLS et al., 1997) und mit
Sperma bis zu 92 Tage festgestellt (CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 1995).
Untersuchungen zur Erregerausscheidung mit dem Kot ergaben keine einheitlichen
Resultate; in einer Untersuchung war die Ausscheidung bis zu 35 Tage p.i.
nachweisbar (YOON et al., 1993).
- Influenzavirus A
Das Influenzavirus A wird zwischen Schweineherden hauptsächlich durch infizierte,
klinisch unauffällige Schweine übertragen (CALLEBAUT et al., 1986; VAN REETH
und PENSAERT, 1994; BROWN, 2000; OLSON et al. 2006). Die Subtypen H1N1
und H3N2 sind in der Schweinepopulation weltweit endemisch (BROWN, 2000). Die
Erregerausscheidung, die ausschließlich über Sekrete des Respirationstraktes
erfolgt, kann ab 24 h bis etwa 28 Tage p.i. zu einer Übertragung der Infektion auf
andere Schweine führen (CHOI et al., 2004). In der Mehrzahl der Fälle erreicht die
Erregerausscheidung aber innerhalb von 2 bis 5 Tagen p.i. den Höhepunkt und
dauert etwa 6 bis 10 Tage p.i. an (LEE et al., 1993; CHOI et al., 2004; YAZAWA et
al., 2004; VINCENT et al., 2006). In einer älteren Studie (BLAŠKOVIC et al., 1970)
wird von einer diskontinuierlichen, mehrmonatigen Erregerausscheidung als
mögliche Ursache für die andauernde Erregerzirkulation in Schweineherden
berichtet. Nach anderen Untersuchungen ist aber eher anzunehmen, dass die
Erregerzirkulation in größeren Herden durch die kurz andauernde Infektion jeweils
empfänglicher Tiere unterhalten wird (NAKAMURA et al., 1972; BROWN, 2000;
OLSON et al. 2006).
- PCV2
Die vorrangige Verbreitung von PCV2 durch Tierkontakte lässt sich aufgrund der
lang andauernden Erregerpersistenz und -ausscheidung bei Einzeltieren, der
25
Erregerausscheidung mit allen Sekreten und Exkreten und dem endemischen
Vorkommen in der Schweinepopulation (BOLIN et al., 2001; SEGALES und
DOMINGO, 2002; SEGALES et al., 2005) als sicher annehmen. Die Übertragung
durch Tierkontakte konnte in einer experimentellen Studie auch 6 Wochen p.i. noch
nachgewiesen werden (BOLIN et al., 2001).
- M. hyopneumoniae
M. hyopneumoniae ist ein speziesspezifischer Erreger, der ausschließlich Schweine
infiziert. Der Handel mit infizierten, aber klinisch unauffälligen Schweinen konnte in
verschiedenen Untersuchungen mit 53 resp. 69 % als Hauptursache für die
Reinfektion M.-hyopneumoniae-freier Herden identifiziert werden (MASSEREYWULLSCHLÄGER und MAURER, 1998; HEGE et al., 2002). M. hyopneumoniae wird
hauptsächlich durch direkte Kontakte mit Sekreten des Respirationstraktes infizierter
Schweine übertragen (THACKER, 2006). Auch wenn die Ausbreitung von M.
hyopneumoniae vorrangig bei jungen Schweinen im Alter von etwa 6 bis 20 Wochen
stattfindet, scheinen Schweine aller Altersgruppen gleichermaßen für eine Infektion
empfänglich zu sein (KOBISCH, 2000).
Untersuchungen zur Ausbreitung von M. hyopneumoniae haben gezeigt, dass der
Beginn der Erregerausscheidung und -übertragung offensichtlich sehr variabel ist
(TORREMORELL et al., 2000). Gezielte Untersuchungen zur Feststellung des
frühesten Zeitpunktes, an dem nach natürlicher Infektion eine Erregerausscheidung
möglich ist, liegen bislang nicht vor. Bei Untersuchungen an intratracheal infizierten,
fünf Wochen alten Schweinen konnte eine Erregerausscheidung mittels nested PCR
aus Nasentupfern ab 11 Tage p.i. nachgewiesen werden (PIETERS und PIJOAN,
2006). Da die intratracheale Infektion einerseits nicht dem natürlichen Infektionsweg
entspricht und andererseits nicht geprüft wurde, ob infektionsfähige Erreger
ausgeschieden wurden, lässt sich der Befund hinsichtlich des Risikos einer frühen
Erregerübertragung nicht abschließend bewerten. Nach Erregerübertragung per
Kontaktinfektion war eine Ausscheidung von M. hyopneumoniae mittels nested PCR
erstmalig nach 28 Tagen nachweisbar (FANO et al., 2005a). Im weiteren Verlauf der
Infektion ist M. hyopneumoniae mittels PCR in Nasentupfern nur diskontinuierlich
nachweisbar (CALSAMIGLIA et al., 1999; DONE, 2002; OTAGIRI et al., 2005;
PIETERS und PIJOAN, 2006). Die Dauer der Infektion ist bisher nicht abschließend
geklärt (DESROSIERS, 2001). Neuere Untersuchungen (FANO et al., 2005a) haben
26
gezeigt, dass M. hyopneumoniae in Bronchustupfern mittels nested PCR bis 185
Tage p.i. nachweisbar ist. Der Befund darf aber nicht als Nachweis einer
Ausscheidung von infektionsfähigen Erregern interpretiert werden. Auch in älteren
Untersuchungen gab der kulturelle Erregernachweis aus Lungengewebe 85 Tage p.i.
(SØRENSEN et al., 1997) resp. der Nachweis mittels Immunfluoreszenztest 119
Tage
p.i.
(KOBISCH
et
al.,
1993)
Hinweise
auf
eine
lang
andauernde
Erregerpersistenz. Die lang andauernde Ausscheidung von infektionsfähigen M.
hyopneumoniae konnte an Jungsauen demonstriert werden, die sich nach einer
Kontaktexposition an Sauen infizierten, die bereits 80 Tage zuvor experimentell
infiziert worden waren (PIETERS et al., 2006). Hinweise auf eine lang andauernde
Erregerausscheidung ergeben sich m.E. auch aus dem Nachweis (nested PCR) von
M. hyopneumoniae aus Nasentupfern von Sauen verschiedener Altersstufen
(CALSAMIGLIA et al., 2000).
Die Ausbreitung von M. hyopneumoniae in Tiergruppen erfolgt in der Regel recht
langsam (KOBISCH, 2000). Die Übertragungsrate nach Infektion mit wenig resp.
hochvirulenten Stämmen lag bei 0,85 resp. 1,47; d.h. während eines fünfwöchigen
Untersuchungszeitraumes wurde die Infektion im Mittel auf ein weiteres Schwein in
derselben Bucht übertragen (MEYNS et al., 2004). Die Übertragungsrate wird neben
der Virulenz des Erregers auch von der Kontaktintensität, dem Immunstatus,
genetischen Faktoren und von Koinfektionen mit anderen Erregern beeinflusst
(SHIBATA et al., 1998; DONE, 2002; RUIZ et al., 2002; VICCA et al., 2003; FANO et
al., 2005b).
- A. pleuropneumoniae
A. pleuropneumoniae ist ein weitgehend wirtsspezifischer Erreger, dessen
Übertragung
hautsächlich
durch
direkte
Tierkontakte
resp.
Kontakte
zu
kontaminierten Sekreten des Respirationstraktes erfolgt (NIELSEN et al., 1977). Da
die Sekretion hauptsächliche über die Nase erfolgt, wird der Nasenkontakt als
wichtigste Infektionsroute angesehen (VELTHUIS et al., 2003). Das Risiko einer
Erregerübertragung mittels kontaminierter Aerosole über kurze Distanzen wird
unterschiedlich bewertet. KRISTENSEN et al. (2004) konnten nur ein sehr geringes
Risiko für eine Aerosolübertragung über eine Distanz von 1 m feststellen, während
JOBERT et al. (2000) eine schnelle Übertragung über eine Entfernung von
wenigstens 2,5 m nachweisen konnten.
27
Als Hauptursache für die Erregerübertragung zwischen Herden werden infizierte,
aber klinisch unauffällige Schweine angesehen, die den Erreger als sogenannte
carrier auf den Tonsillen beherbergen (SIDIBE et al., 1993). Bei Untersuchungen zur
Kontaktübertragung des Erregers kam es innerhalb von 2 bis 3 Tagen nach
Exposition zu den ersten Todesfällen infolge einer akuten AktinobazillusPleuropneumonie (LECHTENBERG et al., 1994; SAVOYE et al., 2000; FITTIPALDI
et al., 2005), was auf die Möglichkeit einer sehr schnellen Erregerübertragung
zwischen Tieren schließen lässt. Die Dauer der Erregerpersistenz im Einzeltier ist
nicht bekannt (GOTTSCHALK et al., 2003; VELTHUIS et al., 2003). Bei
Untersuchungen an Ferkeln konnte eine Erregerpersistenz bis 16 Wochen
festgestellt werden; der Erregernachweis auf den Tonsillen von Sauen und
Schlachtschweinen begründet aber den Verdacht, dass wesentlich längere
Zeiträume möglich sind (NIELSEN, 1975; MØLLER et al., 1993; NIELSEN, 1995;
CHIERS et al., 2002; VIGRE et al., 2002).
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48
Kapitel 3
Die Übertragung von Erregern des
porcine respiratory disease complex (PRDC)
zwischen Schweineherden
– eine Literaturübersicht
2. Mitteilung – Übertragung durch Sperma, Luft und
belebte/unbelebte Vektoren
49
Außenstelle für Epidemiologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
Die Übertragung von Erregern des porcine respiratory disease complex (PRDC)
zwischen Schweineherden – eine Literaturübersicht
2. Mitteilung – Übertragung durch Sperma, Luft und belebte/unbelebte Vektoren
Transmission of agents of the porcine respiratory disease complex (PRDC) between
swine herds: a review
Part 2 – pathogen transmission via semen, air and fomites
WOESTE, K., GROSSE BEILAGE, E.
Korrespondenzadresse:
Priv. Doz. Dr. Elisabeth große Beilage, Dipl. ECPHM
Außenstelle für Epidemiologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
Büscheler Str. 9
49456 Bakum
+49 (0)4446-9599115
Email: [email protected]
50
Zusammenfassung
Die Übertragung der Erreger des PRDC (PRRSV, Influenzavirus A, PCV2, M.
hyopneumoniae, A. pleuropneumoniae) zwischen Schweineherden erfolgt, wie im
ersten Teil der Übersicht dargestellt, hauptsächlich über den Kontakt zu infizierten
Schweinen. Risiken einer Erregerübertragung bei der Besamung mit kontaminiertem
Sperma bestehen bei Infektionen mit PRRSV und PCV2. Ein Risiko für die aerogene
Erregerübertragung zwischen Herden kann für Distanzen von etwa 2 bis 3 km für M.
hyopneumoniae und PRRSV angenommen werden. Für die anderen Erreger liegen
entsprechende Untersuchungen nicht vor. Die Erreger des PRDC können in der
Wildschweinepopulation häufig nachgewiesen werden, so dass eine Übertragung
zwischen Wild- und Hausschweinen bei engem Kontakt möglich ist. Die Übertragung
mit kontaminierter Schutzkleidung ist für PRRSV und M. hyopneumoniae
nachgewiesen, die Einhaltung üblicher Hygienemaßnahmen vermittelt aber einen
ausreichenden Schutz. Andere Tierarten haben als belebte Vektoren für die
Übertragung der Erreger des PRDC offensichtlich keine besondere Bedeutung.
Schlüsselworte
Schwein, PRDC, Übertragung, Sperma, Luft, Wildschweine, Hygienemaßnahmen
Summary
The transmission of PRDC-pathogens (PRRSV, influenza virus A, PCV2, M.
hyopneumoniae,
A.
pleuropneumoniae)
between
swine
herds,
which
was
summarized in the first part of the review, mainly occurs via pig movement. The risk
of pathogen transmission by insemination with contaminated semen plays only a
relevant role in the infection with PRRSV and PCV2. A risk of the aerogen
transmission of pathogens between herds within a distance of 2 to 3 km is described
for M. hyopneumoniae and PRRSV. Evidence for the other pathogens is not
investigated. The PRDC-pathogens are frequently detected in wild boar populations.
Therefore, the transmission between wild boars and domestic pigs seems possible
by close contacts. PRRSV and M. hyopneumoniae can be transmitted by
contaminated clothes and boots, but the use of sanitation protocols appears to limit
their spread. Live vectors like rodents or birds seemed to have no special importance
for the transmission of PRDC-pathogens.
51
Key words
Pig, PRDC, transmission, semen, aerosol, wild boar, biosecurity
Übertragung durch Sperma
Die Übertragung von Erregern mittels Sperma ist mit der zunehmenden Bedeutung
der
künstlichen
Besamung
und
der
Entstehung
überregional
tätiger
Besamungsstationen auch für die Schweineproduktion zu einem potentiellen Risiko
geworden. Nachfolgend wird zusammengefasst, welche Erreger des PRDC
überhaupt mit dem Sperma übertragen werden können und wie das Risiko eines
Erregereintrags mit dem derzeitigen Stand des Wissens einzuschätzen ist.
- PRRSV
Die Übertragung des PRRSV bei der Bedeckung oder durch Besamung mit dem
Sperma infizierter Eber ist mehrfach nachgewiesen (YAEGER et al., 1993; GRADIL
et al., 1996; PRIETO et al., 1997; Übersichten s. u.a. PRIETO und CASTRO, 2005;
GROSSE BEILAGE, 2006). Eine Übertragung des PRRSV mittels Sperma war dabei
in einem Zeitraum von 4 Tagen bis 6 Wochen p.i. möglich (SWENSON et al., 1994;
SWENSON et
al.,
1995).
In
experimentellen
Untersuchungen
konnte
die
Ausscheidung des PRRSV über das Sperma intermittierend über einen Zeitraum von
3 bis 92 Tagen p.i. festgestellt werden (CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 1995;
CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 2001). Die Ausscheidungsdauer ist insgesamt
sehr variabel; als Ursache werden individuelle Einflüsse durch das Tier und die
Virulenz des PRRSV-Stammes diskutiert (SWENSON et al., 1994; CHRISTOPHERHENNINGS
et
al.,
1995;
CHRISTOPHER-HENNINGS
et
al.,
2001).
Die
Ausscheidung des PRRSV mit dem Sperma erfolgt weitgehend unabhängig von der
Virämie und kann auch dann noch stattfinden, wenn das Tier bereits neutralisierende
Antikörper gebildet hat (CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 1995; CHRISTOPHERHENNINGS et al., 2001). In welchen Geweben des Reproduktionstraktes die
Virusvermehrung dabei stattfindet, ist nicht abschließend geklärt (PRIETO et al.,
2004).
Das Risiko einer Erregerübertragung mit dem Sperma wird wesentlich von der
Virusmenge bestimmt. Die übliche Verdünnung bei der Aufbereitung der Ejakulate
dürfte demnach zu einer Verminderung des Risikos beitragen (BENFIELD et al.,
52
2000). Das Risiko eines PRRSV-Eintrages mit dem Zukauf von Sperma wird
gegenüber dem Risiko, den Erreger mit dem Zukauf von Schweinen einzuschleppen,
als gering aber nicht vernachlässigbar eingeschätzt (MORTENSEN et al., 2002;
MENGELING, 2005).
- Influenzavirus A
Die Replikation des Influenzavirus A beschränkt sich grundsätzlich auf die
Epithelzellen
des
Respirationstraktes
und
Zellen
der
tracheobronchialen
Lymphknoten (LANZA et al., 1992; BROWN et al., 1993; HEINEN et al., 2000;
OLSEN et al., 2006). Eine Virämie tritt nur selten auf und ist dann von sehr kurzer
Dauer (BROWN et al., 1993). Eine Übertragung von Influenzavirus A mittels Sperma
kann daher weitgehend ausgeschlossen werden.
- PCV2
Die Ausscheidung von PCV2 mit Sperma konnte in Infektionsversuchen und an
spontan infizierten Ebern mittels PCR (LAROCHELLE et al., 2000; LE TALLEC et al.,
2001; McINTOSH et al., 2006) und kultureller Verfahren (KIM et.al., 2003)
nachgewiesen werden. Die intermittierende Ausscheidung ist bei spontan infizierten
Ebern über einen Zeitraum von 3 bis 6 Monaten feststellbar (McINTOSH et al.,
2006). Die Ausscheidung von PCV2 mit dem Sperma legt den Verdacht nahe, dass
eine Übertragung zwischen Herden durch die Verwendung kontaminierten Spermas
möglich ist. Der Nachweis ist bisher aber noch nicht erbracht, da der Erreger im
Sperma bislang ausschließlich mittels PCR detektiert und eine Übertragung durch
Besamung noch nicht geprüft wurde (SEGALES et al., 2005).
- M. hyopneumoniae
M. hyopneumoniae wird ausschließlich mit Sekreten des Respirationstraktes
ausgeschieden; eine Übertragung mittels Sperma wird als unwahrscheinlich
angesehen (DESROSIERS, 2001). Untersuchungen von Sperma haben keinen
Nachweis (MANDRUP et al., 1975;) resp. einen Nachweis in einer von 101 Proben
(SCHULMAN und ESTOLA, 1974) ergeben. Ein Risiko für die Übertragung von M.
hyopneumoniae durch Sperma infizierter Eber würde - theoretisch - ausschließlich
bestehen, wenn Hygienemängel in der Besamungsstation zu einer Kontamination
53
der Spermatuben führen. Untersuchungen zur Bewertung eines derartigen Risikos
liegen bisher aber nicht vor.
- A. pleuropneumoniae
A. pleuropneumoniae besiedelt ausschließlich den Respirationstrakt von Schweinen
(SHEEHAN et al., 2003). Untersuchungen zur Übertragung des Erregers durch
Sperma sind bisher nicht veröffentlicht; ein Risiko für die Übertragung von A.
pleuropneumoniae ist aber nicht anzunehmen. Einer Kontamination würde zudem
durch
den
üblichen
Zusatz
von
Antibiotika
zum
Verdünner
vorgebeugt
(GOTTSCHALK und TAYLOR, 2006).
Übertragung mit der Luft
Ein Erregereintrag mit der Luft wird häufig als Ursache für Krankheitsausbrüche
diskutiert, in denen andere Eintragswege scheinbar nicht in Frage kommen.
Untersuchungen, die eine Luftübertragung mit hoher Wahrscheinlichkeit belegen
oder ausschließen können, sind unter Praxisbedingungen mit den derzeit
verfügbaren
Methoden
kaum
möglich.
Gleiches
trifft
weitgehend
für
eine
Risikoschätzung auf Basis wissenschaftlicher Kenntnisse zu, da lediglich die
Luftübertragung von M. hyopneumoniae und PRRSV etwas intensiver untersucht ist.
Für das PRRSV haben sich dabei aber keine eindeutigen Resultate ergeben, so
dass die Bedeutung einer Luftübertragung zwischen Herden für diesen Erreger
weiter kontrovers diskutiert wird.
- PRRSV
Die Übertragung des PRRSV mit der Luft wurde in den vergangenen Jahren sehr
kontrovers diskutiert (MORTENSEN et al., 2002; DEE, 2003). Eine Bedeutung der
Erregerübertragung
mittels
kontaminierter
Aerosole
wird
hauptsächlich
aus
epidemiologischen Untersuchungen (MORTENSEN et al., 2002) und Beobachtungen
(GROSSE BEILAGE et al., 1991; KOMIJN et al., 1991; MORTENSEN und MADSEN,
1992; ROBERTSON, 1992; WILLS et al., 1997; LAGER und MENGELING, 2000)
abgeleitet. Neuere Untersuchungen, die auch auf Sequenzanalysen basieren, geben
Hinweise auf diesen Übertragungsmodus. Ein Risiko scheint dabei besonders für
Distanzen innerhalb von 2 km zu bestehen (TORREMORELL et al., 2004;
54
DESROSIERS, 2005; MONDACA-FERNANDEZ et al., 2006), während die
Verschleppung über größere Distanzen offensichtlich eher selten vorkommt. Die
Übertragung des PRRSV mit Aerosolen ließ sich dagegen in experimentellen
Untersuchungen nur schwer reproduzieren. Die größte, im Experiment erfolgreich
geprüfte Distanz beträgt 150 m (DEE et al., 2005c). Die Übertragung wird dabei
vermutlich von verschiedenen Faktoren wie der Pathogenität des Isolates, Anzahl
und Alter der Tiere, Verteilung und Anreicherung des PRRSV im Luftraum und der
Inaktivierung (UV-Licht/ Austrocknung) beeinflusst (LAGER und MENGELING, 2000;
DEE et al., 2005c; CHO und DEE, 2006; CHO et al., 2007). Reinfektionen bis dato
PRRSV-freier Herden treten bevorzugt in den Wintermonaten auf (TORREMORELL
et
al.,
2004;
DESROSIERS,
2005),
was
ebenfalls
als
Hinweis
auf
die
Erregerübertragung mit der Luft interpretiert wird.
- Influenzavirus A
Die
Luftübertragung
von
Influenzavirus
A
zwischen
Herden
wird
unter
Praxisbedingungen häufig aus dem annähernd gleichzeitigen Vorkommen von
Krankheitsausbrüchen in Herden einer Region abgeleitet. Die Häufung von
Influenzaausbrüchen bei feucht-kaltem Wetter (EASTERDAY, 1980; OLSON et al.,
2006) wird ebenfalls in diesem Sinne interpretiert. Die Bedeutung kontaminierter
Aerosole für die Erregerübertragung wird auch im Zusammenhang mit der schnellen
Erregerausbreitung innerhalb von Herden erwähnt (BROWN, 2000). Experimentelle
und
systematische
epidemiologische
Untersuchungen
zum
Nachweis
einer
Luftübertragung von Influenzavirus A zwischen Schweineherden sind bisher
allerdings kaum publiziert, so dass eine Risikobewertung, zu der auch die
Einschätzung der Distanz für eine Erregerübertragung über 4 km gehört (TOFTS,
1986), nicht sicher möglich ist.
- PCV2
PCV2 ist in der Schweinepopulation ubiquitär verbreitet (ALLAN und ELLIS, 2000).
Untersuchungen zu der Möglichkeit und dem Risiko einer Luftübertragung des
Erregers zwischen Herden sind bisher nicht publiziert.
55
- M. hyopneumoniae
Epidemiologische Untersuchungen zur Luftübertragung von M. hyopneumoniae
zwischen Herden wurden erstmals von GOODWIN (1985) publiziert. In einer casecontrol Studie an 55 reinfizierten, vormals M.-hyopneumoniae-freien Herden wurden
die möglichen Eintragsquellen ermittelt. Als ein Risikofaktor wurde die räumliche
Nähe zu M.-hyopneumoniae-infizierten Schweineherden identifiziert. Die kritische
Entfernung wurde auf 3,2 km geschätzt. Neben der räumlichen Nähe wird auch ein
Einfluss von Lufttemperatur und -feuchte diskutiert. Die Wetterbedingungen im
Herbst und Winter sind demnach besonders für eine Erregerübertragung über
längere Distanzen geeignet. Verschiedene case-control Studien zur Abklärung der
Ursachen für Reinfektionen in M.-hyopneumoniae-freien Beständen in der Schweiz
haben gezeigt, dass neben der räumlichen Nähe zu infizierten Herden und der
Schweinedichte in der Umgebung auch die Nähe zu Straßen, die von
Schweinetransportern befahren werden, einen Einfluss haben (STÄRK et al., 1998;
HEGE et al., 2002). Die Identifizierung der genannten Risikofaktoren wird als
deutliches Indiz für die aerogene Übertragung von M. hyopneumoniae bewertet und
in 22,4 % der Fälle als Eintragsursache angesehen (HEGE et al., 2002). Neben
anderen epidemiologischen Untersuchungen (THOMSEN et al., 1992), stützt sich die
Annahme
der
Luftübertragung
von
M.
hyopneumoniae
auch
auf
den
Erregernachweis mittels nested PCR aus Luftproben (STÄRK et al., 1998;
CARDONA et al., 2005) oder die Übertragung der Infektion über kurze Distanzen
(FANO et al., 2004).
- A. pleuropneumoniae
Die Übertragung von A. pleuropneumoniae mittels kontaminierter Aerosole ist für
kurze Distanzen von 1 bis 2,5 m experimentell nachgewiesen (TORREMORELL et
al., 1997; JOBERT et al., 2000; KRISTENSEN et al., 2004). Hinweise auf eine
Luftübertragung bis zu einer Distanz von 1 km lassen sich aus einer, in Dänemark
durchgeführten, epidemiologischen Studie ableiten (FUSSING et al., 1998). Da
andere
Mechanismen,
die
eine
Erregerübertragung
über
kurze
Distanzen
ermöglichen, aber nicht sicher auszuschließen waren, ist das Risiko einer
Luftübertragung von A. pleuropneumoniae zwischen Herden gegenwärtig kaum zu
bewerten.
56
Übertragung durch belebte und unbelebte Vektoren
Die Übertragung der Erreger des PRDC durch belebte Vektoren erfolgt, wenn
überhaupt, mechanisch, da die Erreger weitgehend speziesspezifisch sind und sich
nicht in anderen Tierarten oder im Menschen vermehren. Das Influenzavirus A kann
als Zoonoseerreger zwar grundsätzlich den Wirt wechseln, die Erregerübertragung
von Menschen oder Wassergeflügel auf Schweinebestände dürfte für die Mehrzahl
der Influenzaausbrüche aber keine Bedeutung haben. Einer Erregerübertragung
durch unbelebte Vektoren ist besonders für PRRSV intensiv untersucht. Nach
gegenwärtigem Kenntnisstand kann die Übertragung von PRRSV, und sehr
wahrscheinlich auch der anderen Erreger des PRDC durch die konsequente
Einhaltung der üblichen Hygienemaßnahmen wirksam vorgebeugt werden.
- PRRSV
Außerhalb von Schweinen und belebten Vektoren ist das PRRSV bei Temperaturen
von -70 bis -20°C mehr als 4 Monate überlebensfähig. Bei Temperaturen um 4°C
reduziert sich die Infektiosität innerhalb einer Woche um 90%, geringe Mengen
infektiösen Virus sind aber noch bis zu 30 Tagen nachweisbar. Mit steigenden
Temperaturen reduziert sich die Überlebensfähigkeit auf 6 Tage bei 21°C, 24 h bei
37°C und 20 min bei 56°C. Bei pH-Werten zwischen 6,5 und 7,5 ist das Virus stabil,
während pH-Werte < 6,0 und > 7,65 die Infektiosität des PRRSV reduzieren.
(BENFIELD et al., 1992; BLOEMRAAD et al., 1994; ZIMMERMAN et al., 2006).
Aufgrund der häufigen Infektion/Reinfektion PRRSV-freier Herden ist die Bedeutung
der verschiedensten belebten und unbelebten Vektoren Gegenstand einer Vielzahl
von Untersuchungen. Innerhalb der Spezies Schwein ist eine Erregerübertragung
durch direkten oder indirekten Kontakt zu Wildschweinen denkbar. Das Vorkommen
von PRRSV-Infektionen bei Wildschweinen wird aus verschiedenen Ländern, u.a.
auch Deutschland, berichtet (REINER et al., 2006). Eine Übertragung des PRRSV
durch die Verfütterung von frischem oder vorab gefrorenem Schweinefleisch ist
mehrfach beschrieben (VAN DER LINDEN et al., 2003; MAGAR et al., 2004), sollte
aber aufgrund des Verbotes der Verfütterung als Eintragsquelle in Deutschland keine
Bedeutung haben.
Andere Säugetiere (Hunde, Katzen, Waschbären, Schadnager) sowie Spatzen und
Stare gelten als nicht empfänglich für PRRSV-Infektionen und können daher lediglich
57
als mechanische Vektoren in Betracht kommen (HOOPER et al., 1994; WILLS et al.,
2000). Als belebte Vektoren des PRRSV sind dagegen Wildenten und Hühner
bekannt (ZIMMERMAN et al., 1997; WILLS et al., 2000), wobei ihre Bedeutung für
die Erregerübertragung derzeit als gering eingeschätzt wird (TRINCADO et al.,
2004).
Umfangreiche Untersuchungen liegen auch zur Möglichkeit der Erregerübertragung
durch Fliegen und Stechmücken vor (OTAKE et al., 2002b; OTAKE et al., 2003;
SCHURRER et al., 2004; SCHURRER et al., 2005). Untersuchungen an Musca
domestica, Stomoxys calcitrans und Aedes vexans, drei Arten die auch in
Deutschland verbreitet vorkommen, haben gezeigt, dass die Insekten das PRRSV in
ihren Intestinaltrakt aufnehmen können, aber nicht eigenständig vermehren (OTAKE
et al., 2003). Als belebte Vektoren können die genannten Fliegen/Stechmücken den
Erreger auf empfängliche Schweine übertragen; die weitesten Distanzen werden auf
etwa 2,4 km geschätzt (CHO und DEE, 2006). Das Risiko einer Erregerübertragung
zwischen Herden kann für die in Deutschland übliche, ganzjährige Stallhaltung aber
als eher gering eingeschätzt werden.
Personen kommen als Überträger des PRRSV nur dann in Betracht, wenn die
Grundprinzipien der Hygiene missachtet werden. Die Erregerübertragung mit
kontaminierter Schutzkleidung ist nachgewiesen (PIRTLE und BERAN, 1996;
OTAKE
et
al.,
2002c).
Übliche
Hygienemaßnahmen
wie
eine
intensive
Handreinigung, ein Wechsel der Schutzkleidung (Overall) und die Verwendung von
bestandseigenen oder Einmalstiefeln sind geeignet eine Erregerübertragung zu
vermeiden (AMASS et al., 2000). Dabei ist es wichtig, eine nachträgliche
Kontamination der Schutzkleidung durch Kontakte zu kontaminierten Gegenständen
zu vermeiden („schwarz-weiss-Prinzip“). Die genannten Maßnahmen können zudem
durch das Ein-/Ausduschen aller Personen im Eingangsbereich der Stallanlage
sowie die Einhaltung einer 12-stündigen Karenzzeit zwischen dem Kontakt mit
infizierten und nicht-infizierten Herden weiter abgesichert werden (OTAKE et al.,
2002c; DEE, 2003). Einer Übertragung durch kontaminierte Verpackungen (z.B.
Sperma, Arzneimittel, Impfstoffe, Spritzen, Proviant von Mitarbeitern) oder Geräte
(z.B. Scanner) kann durch die Verwendung von Umverpackungen vorgebeugt
werden, die erst im Vorraum der Schleuse entfernt werden (DEE et al., 2004;
KAUFFOLD et al., 2005). Die Handhygiene kann durch das regelmäßige Tragen von
Einmalhandschuhen zusätzlich abgesichert werden (OTAKE et al., 2002c). Die
58
Erregerübertragung zwischen Beständen durch kontaminierte Kanülen ist möglich
(OTAKE et al., 2002a), sollte aber bei strikter Einhaltung der üblichen
Injektionshygiene, also dem Verzicht auf das Verbringen gebrauchter, nicht
sterilisierter Kanülen in einen Bestand, keine Bedeutung haben.
Transportfahrzeuge haben offensichtlich einen erheblichen Anteil an der Übertragung
des PRRSV zwischen Herden. In einer Untersuchung zum Erregereintrag in vorab
PRRSV-freie Herden konnten Transporte von Ferkeln resp. Schlachtschweinen in 17
% als Ursache festgestellt werden (TORREMORELL et al., 2004). Die Bedeutung
einer Erregerübertragung durch kontaminierte Schweinetransporter wurde auch
experimentell an verschiedenen Modellen untersucht (DEE et al., 2005a; DEE et al.,
2005b; CHO und DEE, 2006). Der Erfolg der Dekontamination wurde jeweils anhand
von Infektionsversuchen (bioassay) überprüft. Eine ausreichende Dekontamination
war im Anschluss an die Reinigung mit einem Hochdruckreiniger nur zu erreichen
durch: die Desinfektion mit Peroxygenen, quarternärem Ammoniumverbindungen
oder einer Kombination aus Glutaraldehyd und quarternärem Ammoniumchlorid, die
Trocknung mit Heißluft (Gaskanone) oder eine 8-stündigen Leerstehphase (DEE et
al., 2005a). Die Heißluft-Trocknungsphase soll gewährleisten, dass der Transporter
für 30 min auf 71°C erwärmt wird; mit einer einfachen Lufttrocknung ohne zusätzliche
Erwärmung ist innerhalb von 30 min dagegen keine Dekontamination zu erreichen.
Vergleichende Untersuchungen zur Wirksamkeit verschiedener Desinfektionsmittel
bei -20°C und 4°C haben deutliche Unterschiede zwischen den Präparaten erkennen
lassen, die jeweils durch Vernebelung ausgebracht wurden. Bei den niedrigen
Temperaturen erwies sich nur die Desinfektion mit SynergizeTM (7 % Glutaraldehyd,
26 % quarternäres Ammoniumchlorid; Preserve Int. Atlanta, Georgia, USA) ab 60
min nach dem Ausbringen oder die 8-stündige Trocknung als wirksam. Bei
Temperaturen von -20°C ist ein Zusatz einer 40 %igen Methanol- und 10 %igen
Propylenglykollösung
erforderlich,
um
das
frühzeitige
Einfrieren
der
Desinfektionslösung zu verhindern (DEE et al., 2005b).
In Wasser bleibt PRRSV bis zu 11 Tage und unter den Bedingungen der
Güllelagerung in den USA (Lagunen) bis zu 7 Tage infektiös (PIRTLE und BERAN,
1996; CHO und DEE, 2006). Eine Bedeutung von Gülle für die Verbreitung des
PRRSV ist nicht auszuschließen (ALBINA et al., 1994; DEE et al., 2005d), das Risiko
ist aufgrund fehlender Untersuchungen derzeit aber nicht zu bewerten.
59
- Influenzavirus A
Außerhalb des Wirtes wird Influenzavirus A bei Temperaturen von 56°C, einem pHWert von 2 oder durch 70%igen Alkohol innerhalb von 30 min inaktiviert. In
Hühnergülle erfolgt eine Inaktivierung bei Temperaturen von 15 bis 20°C innerhalb
einer Woche (LU et al., 2003). Mit der vorschriftsmäßigen Anwendung von
Desinfektionsmitteln auf Basis von quarternären Ammoniumverbindungen, Phenolen
oder Peroxygenen kann eine Inaktivierung von Influenzavirus A zuverlässig erreicht
werden (SUAREZ et al., 2003).
In
Deutschland
sind
Infektionen
mit
dem
Influenzavirus
A
in
der
Wildschweinepopulation regelmäßig nachzuweisen (DEDEK et al., 1990; TEUFFERT
et al., 1991; REINER et al., 2006), so dass eine Übertragung auf Hausschweine bei
direktem Kontakt oder über kurze Distanzen möglich scheint.
Die Übertragung von Influenza A Viren zwischen Schweinen, Wassergeflügel und
Menschen ist vielfach beschrieben (EASTERDAY, 1980; MOHAN et al., 1981;
POMEROY, 1982; DASKO et al., 1984; ROTA et al., 1989; HALVORSON et al.,
1992; CASTRUCCI et al., 1993; LUDWIG et al., 1994, WENTWORTH et al., 1994;
CAMPITELLI et al., 1997; BROWN, 1998; CHOI et al., 2004). Durch Mutation resp.
Reassortment entstandene neue Stämme und Subtypen, die möglicherweise einen
Wirtswechsel vornehmen, bedürfen eines regelmäßigen Monitorings um einer
Entstehung neuer Pandemien beim Menschen weitmöglich vorzubeugen. Während
Aspekte, die das Influenzavirus A als Zoonoseerreger betreffen, intensiv bearbeitet
werden (OLSEN et al., 2006), liegen epidemiologische Untersuchungen zu den
Risiken der Erregerausbreitung innerhalb der Schweinepopulation kaum vor. Die
Erregerübertragung von Menschen resp. Wassergeflügel auf Schweine ist möglich
(CASTRUCCI et al., 1992; LUDWIG et al., 1994; WOOD et al., 1997; BROWN,
1998), dürfte für die Mehrzahl der Influenzaausbrüche nach gegenwärtiger
Einschätzung aber keine besondere Bedeutung haben. Der Kontakt von Schweinen
zu Geflügelkot, mit dem das Influenzavirus massiv ausgeschieden wird (WEBSTER
et al., 1978; HINSHAW et al., 1980), sollte trotzdem konsequent vermieden werden.
Die Übertragung von Influenzavirus A mittels kontaminierter, unbelebter Vektoren
zwischen
Schweineherden
Risikoeinschätzung
nicht
ist
bislang
möglich
ist.
nicht
untersucht,
Experimentelle
so
dass
Untersuchungen
eine
zur
Überlebensfähigkeit des Erregers haben aber gezeigt, dass Influenzavirus A auf
60
glatten, nicht porösen Flächen (Stahl, Kunststoff) 24 - 48 h, auf Kleidung, Gewebe
und Papier weniger als 8 - 12 h infektiös bleibt. Auf Handflächen bleibt die
Infektiosität des Erregers bis 15 min erhalten (BEAN et al., 1982). In neueren
Untersuchungen wurden die Unterschiede hinsichtlich der Überlebensfähigkeit von
Influenzavirus A auf glatten und porösen Oberflächen bestätigt, die Überlebensdauer
aber mit bis zu 6 Tagen angegeben (TIWARI et al., 2006).
- PCV2
Untersuchungen zur Tenazität von PCV1 haben eine Resistenz bei pH3 und
gegenüber einer Behandlung mit Chloroform ergeben; bei 70 °C bleibt der Erreger
noch bis zu 15 min stabil (ALLAN et al., 1994). Die Tenazität von PCV1 und PCV2
wird als weitgehend identisch angenommen (SEGALES et al., 2005). Vergleichende
Untersuchungen zur Wirksamkeit verschiedener Desinfektionsmittel haben eine
Inaktivierung von PCV2 bei Anwendung von quarternären Ammoniumverbindungen,
Phenol, Oxidantien und Alkaliverbindungen, nicht aber für Alkohol, Jod und
Chlorhexidin ergeben (ROYER et al., 2003). VennoTM FF super, VennoTM Vet1 super,
VennoTM Oxygen und Menno VetB haben sich bei 2-stündiger Einwirkzeit bei 20°C
und 3-stündiger Einwirkzeit bei 10°C als grundsätzlich wirksam für die Inaktivierung
von PCV2 erwiesen. Die genannten Desinfektionsmittel wurden bei 20°C als 2%ige
Lösungen, Menno VetB als 1%ige Lösung angewendet. Bei Temperaturen von 10°C
musste die Konzentration von VennoTM FF super auf 3% erhöht werden, für die
anderen Desinfektionsmittel waren 2% ausreichend (YILMAZ und KALETA, 2004).
In der deutschen Wildschweinepopulation ist PCV2 endemisch, wie die aktuell
anhand von PCR Untersuchungen ermittelte Prävalenz von 67% zeigt (KNELL et al.
2005). Eine Übertragung von der Wild- auf die Hausschweinepopulation ist daher
möglich, dürfte aber gemessen an der, bei Hausschweinen ohnehin schon
ubiquitären Erregerverbreitung keine besondere Bedeutung haben.
Serologische Untersuchungen bei Menschen, Rindern, Ziegen, Schafen, Pferden,
Hunden, Katzen und Mäusen ergaben keine Hinweise auf ein Vorkommen von
PCV2-Infektionen (ALLAN et al., 2000; ELLIS et al., 2000; ELLIS et al., 2001;
RODRIGUEZ-ARRIOJA et al., 2003). Die genannten Spezies dürften daher als
belebte Vektoren für die PCV2 Übertragung keine Bedeutung haben (SEGALES et
al., 2005).
61
Untersuchungen, die eine Einschätzung des Risikos einer Übertragung von PCV2
durch unbelebte Vektoren, wie z.B. kontaminierte Schutzkleidung, Transporter,
Gerätschaften ermöglichen, wurden bisher nicht publiziert. Die hohe Tenazität des
PCV2 läßt aber darauf schließen, dass noch höhere, als die für PRRSV bekannten
Risiken bestehen.
- M. hyopneumoniae
Die Tenazität von M. hyopneumoniae wird als gering angenommen, ohne dass
allerdings eine detaillierte Tenazitätsstudie vorliegt (SPERGSER, pers. Mitteilung
21.02.2007).
Untersuchungen zur Analyse möglicher Risiken einer Übertragung von M.
hyopneumoniae zwischen Herden über belebte und unbelebte Vektoren liegen
bislang kaum vor. Risiken für eine Erregerübertragung dürften von einem direkten
oder indirekten Kontakt zu Wildschweinen ausgehen. Aktuelle stichprobenartige
Untersuchungen
an Wildschweinen
in
Deutschland
und
Frankreich
haben
Prävalenzen von 50 % (multiplex PCR) resp. 58% (b-ELISA) ergeben (MAROIS et
al., 2006; REINER et al., 2006).
Die Risiken einer Übertragung durch Personen wurden in einer Feldstudie mit zwei
Herden untersucht. Tierärzte, die nach intensivem Kontakt zu infizierten Schweinen
geduscht und die Kleidung gewechselt hatten, konnten den Erreger offensichtlich
nicht übertragen. Die üblichen Hygienemaßnahmen sind demnach ausreichend, eine
Verschleppung des Erregers zu verhindern (BATISTA et al., 2004). Die
Überlebensfähigkeit von M. hyopneumoniae wird für den Erreger in Medium bei
Zimmertemperatur (15 bis 23 °C) mit etwa einem Monat und bei 0 bis 3°C mit einem
Zeitraum bis 3,5 Monaten angegeben. An kontaminierter Kleidung war M.
hyopneumoniae bis zu 3 Tagen mittels kultureller Methoden zu reisolieren
(GOODWIN,
1985).
Die
außerhalb
des
Wirtes
immerhin
mehrtägige
Überlebensfähigkeit des Erregers lässt auf eine potentielle Gefährdung durch
Personen mit kontaminierter Kleidung und mangelhafter Hand-/Haarhygiene sowie
die Übertragung durch kontaminierte Fahrzeuge und Geräte (wie z.B. auch
Schreibgeräte und -unterlagen, Spritzen) schließen.
62
- A. pleuropneumoniae
Außerhalb
des
Wirtes
ist
A.
pleuropneumoniae
vermutlich
nur
kurzzeitig
überlebensfähig. Eine mehrtägige bis mehrwöchige Überlebensdauer ist aber
möglich, wenn der Erreger von organischem Material geschützt wird. In sauberem
Wasser und Temperaturen von 4°C bleibt die Infektiosität von A. pleuropneumoniae
30
Tage
erhalten
(GOTTSCHALK
und
TAYLOR,
2006).
Vergleichende
Untersuchungen mit 23 gebräuchlichen Desinfektionsmitteln und 6 quarternären
Ammoniumverbindungen haben ergeben, dass mit Chloramin T, Hydrogenperoxide,
Glutaraldehyde
und
eine
der
quarternären
Ammoniumverbindungen
eine
zuverlässige Inaktivierung von A. pleuropneumoniae (Serotyp 1) zu erreichen ist
(GUTIERREZ et al., 1995).
Die Übertragung von A. pleuropneumoniae zwischen Herden durch belebte und
unbelebte Vektoren ist bisher kaum untersucht. Bei aktuellen Untersuchungen an
Wildschweinen in Deutschland konnte mittels PCR eine durchschnittliche Prävalenz
von 30 % festgestellt werden (REINER et al., 2006). Ein direkter Kontakt von Wildzu Hausschweinen ist demnach mit dem Risiko einer Erregerübertragung verbunden.
A. pleuropneumoniae vermehrt sich nach experimenteller Infektion in Mäusen und
Meerschweinchen (BRÖRING et al., 1989; KOMAL et al., 1990). Das Vorkommen
natürlicher Infektionen bei Schadnagern wird aber angezweifelt und diesen Spezies
keine
nennenswerte
Bedeutung
für
die
Erregerübertragung
zugemessen
(GOTTSCHALK und TAYLOR, 2006).
Das Risiko einer Erregerübertragung mittels kontaminierter Personen/Schutzkleidung
ist bislang nicht zielgerichtet untersucht. Ein entsprechender Verdacht lässt sich m.E.
aber aus der Beobachtung ableiten, dass bei Krankheitsausbrüchen nicht alle
Gruppen/Stallabteile gleichermaßen betroffen sind (GOTTSCHALK und TAYLOR,
2006).
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63
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74
Kapitel 4
Diskussion
75
Diskussion
Die vorliegende Arbeit wurde mit dem Ziel erstellt, den aktuellen Wissensstand (Ende
2006) zu den möglichen Übertragungswegen der Erreger des sogenannten porcine
respiratory
disease
complex
(PRDC)
zwischen
Schweineherden
zusammenzufassen. Diese Literaturübersicht kann den in der Betreuung von
Schweinebeständen tätigen Tierärzten helfen, Hygienekonzepte zur Vermeidung
eines Erregereintrags zu erstellen bzw. etablierte Maßnahmen kritisch auf ihre
Effektivität zu prüfen. Darüber hinaus ist detailliertes Wissen auch für die Erstellung
von Gutachten erforderlich. Im Zusammenhang mit Erkrankungen, die dem PRDC
zugeordnet werden, entstehen häufig Fragen nach der Eintragsquelle der
Infektionserreger. Von besonderem Interesse ist diese Frage in Fällen, in denen der
Handel mit Schweinen eine mögliche Eintragsquelle ist. Fälle, bei denen eine
gerichtliche Klärung nicht zu umgehen ist, werden in der Regel von Tierärzten als
Sachverständige begutachtet. Die vorliegende Literaturübersicht, soll Gutachtern
eine Hilfestellung geben.
Diagnostik
Die kritische Bewertung von Befunden aus Laboruntersuchungen, mit denen ein
Erregereintrag üblicherweise festgestellt wird, setzt die Berücksichtigung der
Charakteristika der verschiedenen Methoden voraus. Die unter Praxisbedingungen
initiierten Laboruntersuchungen werden in der Regel mit wenigen, für die
Routinediagnostik tauglichen Methoden durchgeführt. Neben dem kulturellen
Nachweis, der besonders für A. pleuropneumoniae noch häufig durchgeführt wird,
sind in neuerer Zeit vor allem PCR Verfahren etabliert worden, mit denen M.
hyopneumoniae und auch A. pleuropneumoniae sowie die verschiedenen viralen
Erreger (PPRSV, Influenzavirus A, PCV2) detektiert werden können. Für den
indirekten Nachweis der genannten Erreger sind Antikörper-ELISA verfügbar.
Ursprünglich erfolgte der direkte Nachweis von A. pleuropneumoniae in der
Routinediagnostik ausschließlich mittels kultureller Standardverfahren (QUINN et al.,
1994). Der kulturelle Nachweis von M. hyopneumoniae ist außerordentlich schwierig
und wenig sensitiv, so dass dieses Verfahren nie eine Bedeutung für die
Routinediagnostik hatte (FRIIS, 1975; ROSS, 1983; DOSTER et al., 1985;
CALSAMIGLIA et al., 1999). Für die Routinediagnostik ebenfalls ungeeignet ist der
76
Nachweis von PRRSV, Influenzavirus A und PCV2 auf Zellkulturen (SEGALES et al.,
2005; OLSEN et al., 2006)
Seit einigen Jahren ist die PCR die gebräuchlichste Methode des quasi direkten
Erregernachweises. Die PCR hat dabei den Vorteil, schnell und in Grenzen
automatisierbar zu sein und dabei eine hohe Spezifität und Sensitivität zu erreichen.
Trotzdem sind die Sensitivität und Spezifität für eine sichere Diagnostik am Einzeltier
nicht ausreichend, sondern erlauben nur eine Klassifizierung von Herden als infiziert
oder nicht infiziert (SHIN et al., 1998; EGLI et al., 2001; HARDER und HUEBERT,
2004). Bei der Interpretation von PCR Ergebnissen ist grundsätzlich zu beachten,
dass sich die PCR Protokolle verschiedener Labore deutlich unterscheiden können
und daher nicht immer zu vergleichbaren Ergebnissen führen. Eine der Ursachen für
abweichende Ergebnisse kann die Verwendung unterschiedlicher primer sein. Ein
wenig spezifischer primer kann zur Amplifikation von anderen Erregern oder sogar
von Schweinegenom führen (FITTIPALDI et al., 2003). Darüber hinaus ist es wichtig,
als primer möglichst gut konservierte Regionen des Genoms auszuwählen, um
sicherzustellen, dass der Nachweis nicht durch die Mutation weniger konservierter
Lokalisationen des Genoms gestört wird (CASTRUCCI et al., 1993; CHRISTOPHER
HENNINGS et al. 2003; HANADA et al., 2005; INDIK et al. 2005). Die primer müssen
daher ständig auf ihre Spezifität gegenüber den aktuell zirkulierenden Wildtypen der
Erreger überprüft werden (CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 2003). Bei der
Interpretation von positiven PCR Befunden ist zudem zu beachten, dass der
Nachweises von Genomfragmenten nicht dem Nachweis eines infektiösen und damit
vermehrungsfähigen Erregers gleichzusetzen ist (SUAREZ et al., 2003).
Der indirekte Nachweis der Erreger erfolgt inzwischen fast ausschließlich mit den gut
automatisierbaren ELISA Verfahren. Mit Ausnahme von PCV2 sind für alle
genannten Erreger auch kommerziell erhältliche Testkits verfügbar (NIELSEN, 1995;
ENØE et al., 2001; BLANCHARD et al., 2003; CORNAGLIA et al., 2004; FLECK et
al., 2006; STRAIT und THACKER, 2006). Diese kommerziellen Testkits sind in der
Regel so robust, dass mit ihnen auch in unterschiedlichen Labors vergleichbare
Ergebnisse erzielt werden können. Bei der Interpretation serologischer Befunde ist
zu berücksichtigen, dass auch mit ELISA verfahren lediglich der Infektionsstatus
einer Herde, nicht aber der von Einzeltieren bestimmt werden kann. Weiter ist zu
bedenken, dass Antikörper erst mehrere Tage bis Wochen nach der Infektion
nachweisbar sind (NIELSEN et al., 2000; BOLIN et al., 2001; KLAUSEN et al., 2002;
77
NAWAGITGUL et al., 2002; SEUBERLICH et al., 2002; BLANCHARD et al., 2003;
OPRIESSNIG et al., 2004; YOON et al., 2004; STRAIT und THACKER, 2006). Die
Zeitspanne zwischen Infektion und dem Nachweis einer Serokonversion variiert in
Abhängigkeit vom Erreger, der nachgewiesenen Immunglobulinklasse und dem
Einzeltier zwischen einer und sechs Wochen. Die Infektion mit PRRSV und
Influenzavirus
A
führt
in
der
Regel
zu
einem
schnellen
Anstieg
der
Antikörperkonzentrationen, während die Reaktion auf die Infektion mit M.
hyopneumoniae bei einigen Tieren erst nach etwa 6 Wochen detektierbar ist
(NELSON et al., 1994; LOEMBA et al., 1996). Immunglobulin (Ig) M ist deutlich
früher nachweisbar als IgG (YOON et al., 2004). Die Interpretation serologischer
Befunde bei Jungtieren ist schwierig, da sowohl maternale Antikörper (CORNAGLIA
et al., 2002), als auch Reaktionen auf eine Infektion zu einem positiven Testergebnis
führen können
(EASTERDAY, 1971; RENSHAW, 1975; LOEFFEN et al., 2003;
KITIKOON et al., 2006). Weiterhin sind vorangegangene Impfungen bei der
Interpretation von serologischen Befunden von Tieren jeder Altersstufe zu
berücksichtigen (MENGELING, 2005). Für die Bekämpfung der Krankheiten, die von
den genannten Erregern ausgelöst werden, stehen bislang keine markierten
Impfstoffe zur Verfügung, so dass eine Differenzierung serologischer Reaktionen
gegen
Impfungen bzw.
Infektionen
nicht
möglich
ist.
Der Versuch einer
Differenzierung ist lediglich bei der Verwendung einer Subunit Vakzine gegen A.
pleuropneumoniae (Porcilis® APP, Intervet) möglich, die im Gegensatz zur Infektion
mit dem Wildtyp keine Antikörper gegen Apx-IV-Toxin induzieren soll (RIDREMONT
et al., 2006). Die serologische Diagnostik von PRRSV-Infektionen wird zudem durch
das Fehlen einer im ELISA detektierbaren Reaktion auf die wiederholte Infektion mit
einem homologen Isolat kompliziert (McCAW, 2003; McCAW et al., 2004).
Grundlage für die exakte Diagnostik ist eine adäquate Probengewinnung. Die
Probenentnahmen für Untersuchungen mittels kultureller Verfahren bzw. PCR
werden
von
der
Lokalisation
und
Dauer
der
Erregerreplikation
bestimmt.
Lungengewebe wird post mortem anlässlich der Sektion von Tieren gewonnen und
ist für die Diagnostik aller genannten Erreger geeignet. Von lebenden Tieren können
Nasentupfer gewonnen werden, die für die Diagnostik von Influenzavirus A und M.
hyopneumoniae geeignet sind. Der Nachweis von PRRSV und A. pleuropneumoniae
ist an Tonsillenbioptaten gut möglich (JOBERT et al., 2000). Die etwas aufwendigere
78
Entnahme von Bronchioalveolärer Lavageflüssigkeit ist besonders für den Nachweis
von PRRSV, Influenzavirus A, PCV2 und M. hyopneumoniae geeignet (NATHUES et
al., 2006). Das PRRSV und PCV2 wird zwar mit nahezu allen Sekreten und Exkreten
ausgeschieden (YOON et al., 1993; ROSSOW et al., 1994; CHRISTOPHER
HENNINGS et al., 1995; WILLS et al., 1997; WAGSTROM et al., 2001; SEGALES
und
DOMINGO, 2002;
respiratorischen
SEGALES
Erkrankungen
wird
et al.,
aber
2005), für die Diagnostik
die
Materialentnahme
aus
von
dem
Atmungstrakt bevorzugt. Die verschiedenen Antikörper-ELISA werden an Serum
durchgeführt; die Blutentnahme erfolgt beim Schwein schnell und einfach aus der
vena cava cranialis (Saugferkel) bzw. vena jugularis externa (ältere Schweine).
Übertragung durch Tierkontakte
Die Erkrankung von Schweineherden wird oftmals mit dem Verbringen von
Schweinen aus anderen Herkünften (Tiertransport/Tierhandel) in Verbindung
gebracht.
Die
Übertragung
zwischen
Herden
erfolgt
für
alle
in
dieser
Literaturübersicht genannten Erreger hauptsächlich mit dem Handel/Verbringen
infizierter aber klinisch unauffälliger Schweine (VAN REETH und PENSAERT, 1994;
BROWN, 2000; GOLDBERG, 2000; CHIERS et al., 2002; SEGALES und
DOMINGO, 2002; VIGRE et al., 2002). Untersuchungen an zugekauften/neu in den
Bestand verbrachten Schweinen sind nur innerhalb bestimmter Zeitspannen möglich,
wenn die Ergebnisse im Hinblick auf eine Differenzierung des Infektionszeitpunktes
vor oder nach Anlieferung interpretiert werden sollen. Der Erregernachweis im Blut
(Virämie) und/oder Sekreten des Respirationstraktes ist teilweise innerhalb von 24 h
p.i möglich (PRRSV im Blut; Influenzavirus A im Nasentupfer), so dass eine
Beprobung sofort bei Anlieferung der Tiere die sicherste Variante für den Nachweis
eines Erregereintrages ist (LEE et al., 1993; LECHTENBERG et al., 1994; SAVOYE
et al., 2000; CHOI et al., 2004; YAZAWA et al., 2004; FITTIPALDI et al., 2005; CHO
et al., 2006; VINCENT et al., 2006). Die Empfehlung eines geeigneten Zeitpunktes
für die Entnahme von Blutproben, die mit serologischen Verfahren auf Antikörper
untersucht werden sollen, ist ungleich schwieriger, da die Zeitspanne zwischen
Infektion und Serokonversion in Abhängigkeit vom Test, Erreger und Einzeltier
erheblich variieren kann. Eine Probenentnahme bei Anlieferung kann eine kurz vor
dem Verkauf/Verbringen erfolgte Infektion noch nicht detektieren, während eine
79
spätere Probenentnahme eine Infektion im neuen Bestand nicht immer sicher
ausschließt. Bei jeglicher Probenentnahme ist darauf zu achten, dass adäquate
Stichproben entnommen werden, in deren Berechnung auch die zu erwartende
Prävalenz eingeht (GROSSE BEILAGE, 2000; NATHUES et al., 2005; NATHUES et
al. 2006). Die Notwendigkeit einer Untersuchung adäquater Stichproben ist
erforderlich, da keiner der verfügbaren Tests eine Bestimmung des Infektionsstatus
am Einzeltier mit der erforderlichen Sicherheit zulässt.
Übertragung durch Sperma
Die Umstellung vieler Bestände von der Haltung eigener Eber auf die künstliche
Besamung und den Zukauf von Sperma aus Besamungsstationen hat das potentielle
Risiko eines Erregereintrags mit Sperma deutlich verändert. Die Übertragung mittels
Sperma ist für die genannten Erreger aber nur für das PRRSV nachgewiesen
(YAEGER et al., 1993; GRADIL et al., 1996; PRIETO et al., 1997; PRIETO und
CASTRO 2005; GROSSE BEILAGE, 2006) und kann für PCV2 mit Einschränkung
angenommen werden (SEGALES et al. 2005). Eine Übertragung des PRRSV mit
Sperma ist denkbar, da bislang nur ein Teil der Besamungsstationen nachweislich
frei von PRRSV ist und diesen Status auch regelmäßig überprüfen lässt. Ein Risiko
einer Erregerübertragung mit dem Sperma dürfte insbesondere von frisch infizierten
Ebern
ausgehen,
kann
aufgrund
der
lang
andauernden,
intermittierenden
Ausscheidung in geringerem Umfang aber auch für Eber angenommen werden,
deren
Infektion
schon
mehrere
Wochen
bis
drei
Monate
zurückliegt
(CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 1995; CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 2001).
Übertragung mit der Luft
Die
Möglichkeit
der
aerogenen
Übertragung
von
Erregern
respiratorischer
Erkrankungen zwischen Schweineherden ist bislang nicht sehr intensiv untersucht
(GOODWIN, 1985; FUSSING et al., 1998; MORTENSEN et al., 2002), obwohl dieser
Übertragungsweg unter Praxisbedingungen als häufig angenommen wird. Das
Fehlen wissenschaftlicher Untersuchungen begründet sich hauptsächlich aus der
mangelnden Verfügbarkeit adäquater Methoden. Verbesserte epidemiologische
Methoden, die Möglichkeit der Erregersequenzierung sowie die Entwicklung
80
technischer Geräte zur Entnahme von Proben aus der Luft lassen aber hoffen, dass
das Risiko der Luftübertragung von Erregern in nächster Zukunft besser zu bewerten
ist. In der Zwischenzeit können für die Übertragung von PRRSV und M.
hyopneumoniae Distanzen bis 2 - 3 km als grundsätzlich riskant bewertet werden
(STÄRK et al., 1998; TORREMORELL et al., 2004; CARDONA et al., 2005; DEE et
al., 2005c; DESROSIERS, 2005; MONDACA-FERNANDEZ et al., 2006). Ein, mit der
Entfernung abnehmendes Risiko ist wahrscheinlich. Wie das Risiko eines
Erregereintrages mit der Luft zu bewerten ist, lässt sich - gerade auch im Vergleich
zu den anderen Eintragsquellen - derzeit aber kaum bewerten. Die experimentelle
Übertragung von Erregern mit der Luft ist häufig fehlgeschlagen, so dass einige
Untersucher diesem Übertragungsweg keine oder nur eine sehr geringe Bedeutung
beimessen (DEE 2003).
Übertragung durch belebte und unbelebte Vektoren
Bei der Übertragung von Erregern respiratorischen Erkrankungen durch belebte
Vektoren ist zunächst die Möglichkeit einer Übertragung durch den Menschen von
Interesse. Da die hier beschriebenen Erreger weitgehend wirtsspezifisch sind, hat
eine Erregervermehrung und
-übertragung durch Menschen keine nennenswerte
Bedeutung. Diese Einschätzung dürfte auch für das Influenzavirus A zutreffen, das
prinzipiell vom Menschen auf Schweine – und umgekehrt – übergehen kann
(EASTERDAY, 1980; MOHAN et al., 1981; POMEROY, 1982; DASKO et al., 1984;
ROTA et al., 1989; HALVORSON et al., 1992; CASTRUCCI et al., 1993; LUDWIG et
al., 1994, WENTWORTH et al., 1994; CAMPITELLI et al., 1997; BROWN, 1998;
CHOI et al., 2004). Dieser Wirtwechsel dürfte allerdings eher selten sein, so dass
der Eintrag des Influenzavirus A in eine Schweineherde durch den Menschen,
gemessen an den anderen Übertragungswegen, wahrscheinlich auf seltene
Einzelfällen beschränkt bleibt.
Eine wesentlich höhere Bedeutung hat sicher die mechanische Erregerübertragung
durch kontaminierte Kleidung, Schuhwerk oder die verschiedenen Gerätschaften. Die
Einhaltung der üblichen Hygienemaßnahmen kann einer Übertragung aber wirksam
vorbeugen (AMASS et al., 2000; OTAKE et al., 2002c; DEE, 2003; BATISTA et al.,
2004). Als effiziente Hygienemaßnahmen werden das Wechseln der Kleidung, das
Tragen von Handschuhen und das Duschen vor und nach dem Kontakt zu
81
Schweineherden verstanden. Zudem tragen Karenzzeiten von etwa 12h zur
Risikominimierung bei (DEE 2003).
Als ein bedeutender Vektor und Erregerreservoir kann das Wildschwein angesehen
werden. Alle hier erwähnten Erreger werden regelmäßig – auch in Deutschland – in
der Wildschweinpopulation nachgewiesen (DEDEK et al., 1990; TEUFFERT et al.,
1991; KNELL et al., 2005; REINER et al., 2006). Ein erhöhtes Risiko der
Erregerausbreitung
ergibt
sich
somit
für
Regionen,
in
denen
ein
hoher
Wildschweinbestand existiert und zudem ein enger Kontakt von Wild- zu
Hausschweinen möglich ist. Ein indirekter Kontakt, z.B. über Jäger ist ebenfalls
denkbar.
Ein mögliches Risiko für eine mechanische Übertragung des PRRSV innerhalb eines
Radius von etwa 2,4 km geht außerdem von Fliegen und Stechmücken aus (OTAKE
et al., 2002b; OTAKE et al., 2003; SCHURRER et al., 2004; SCHURRER et al.,
2005). In welchem Umfang Fliegen und Stechmücken allerdings für die, in
Deutschland meist ganzjährig im Stall gehaltenen Schweine eine Bedeutung haben,
ist unklar.
Als belebte Vektoren für die Übertragung des PRRSV und Influenzavirus A könnten
Wildenten und Hühner eine Bedeutung haben (ZIMMERMAN et al., 1997; WILLS et
al., 2000). Während das Risiko einer Übertragung des PRRSV durch Enten als
gering angesehen wird (TRINCADO et al. 2004), wird das Risiko eines Wirtswechsel
für das Influenzavirus A höher eingeschätzt. Der Kontakt von Schweinen zu Geflügel
und Geflügelkot sollte daher strikt vermieden werden.
Schadnager scheinen nach gegenwärtigem Kenntnisstand als belebte Vektoren für
die hier genannten Erreger keine Bedeutung zu haben.
Das Überleben der Erreger außerhalb des natürlichen Wirtes ist für die einzelnen
Erreger in sehr unterschiedlichem Maße untersucht (BEAN et al., 1982; GOODWIN,
1985; DEE et al., 2004; TIWARI et al., 2006). Allgemein dürfte der mechanischen
Übertragung durch unbelebte Vektoren keine Bedeutung zukommen, wenn die
üblichen Hygienemaßnahmen eingehalten werden. Dazu gehören die korrekte
Reinigung und Desinfektion von Ställen und aller Gegenstände, die mit den Tieren in
Kontakt kommen, die Einhaltung der Hygieneprotokolle für Personen und die
regelmäßige Bekämpfung von Schadnagern und Ungeziefer. Besondere Risiken
ergeben sich auch aus kontaminierten Schweinetransportern (TORREMORELL et
82
al., 2004; DEE et al., 2005a; DEE et al., 2005b; CHO und DEE, 2006). Die Tenazität
der Erreger an belebten und unbelebten Vektoren wurde unterschiedlich intensiv
untersucht. Für das PRRSV und das PCV2, die sehr hohe Schäden sowohl in der
Schweinemast als auch -zucht verursachen können, wurden einige Untersuchungen
durchgeführt (BENFIELD et al., 1992; ALBINA et al., 1994; ALLAN et al., 1994
BLOEMRAAD et al., 1994; PIRTLE und BERAN, 1996; ROYER et al., 2001; YILMAZ
und KALETA, 2004; DEE et al., 2005d ; CHO und DEE, 2006; ZIMMERMAN et al.,
2006). Speziesübergreifend ist auch die Tenazität des Influenza A Virus aufgrund
des Zoonosepotentials untersucht (BEAN et al., 1982; LU et al., 2003; SUAREZ et
al., 2003; TIWARI et al., 2006). Die bakteriellen Erreger wurden dagegen bisher
wenig beachtet (GOODWIN, 1985; GUTIERREZ et al., 1995); für M. hyopneumoniae
und A. pleuropneumoniae wird eine eher geringe Tenazität angenommen.
Schlussfolgerung
Zusammenfassend kann festgestellt werden, dass jeder der hier genannten Erreger
auf verschiedenen Übertragungswegen zwischen Schweineherden verbreitet werden
kann. Hauptübertragungsweg ist für alle Erreger das Verbringen von Schweinen
(Tiertransport/Tierhandel). Das hiervon ausgehende Risiko ist mit den derzeit
bekannten Bekämpfungsverfahren kaum zu minimieren, so dass letztlich nur eine
Produktion im geschlossenen System einige Sicherheit bieten kann. Eine
Beeinflussung
des
derzeit
allerdings
kaum
bewertbaren
Risikos
einer
Luftübertragung ist mit wirtschaftlichen Mitteln für den normalen Schweinebestand
nicht möglich. Für kleinere, spezialisierte Herden, wie z.B. Besamungsstationen ist
ein Schutz über Luftfilter dagegen denkbar. Der Erregereintrag in Schweineherden
mit kontaminiertem Sperma hat für das PRRSV und wahrscheinlich PCV2
Bedeutung. Vorbeugend sollte der Bezug von Sperma ausschließlich aus PRRSVfreien Besamungsstationen erfolgen. Der Aufbau PRRSV und PCV2 freier
Besamungsstationen dürfte für die Zukunft zu erwarten sein. Andere Risiken, die von
einer mechanischen Übertragung durch belebte und belebte Vektoren ausgehen,
sind wirksam durch die üblichen Hygienemaßnahmen zu reduzieren. Probleme
ergeben sich erfahrungsgemäß eher bei der konsequenten Einhaltung und
Umsetzung dieser Maßnahmen, sodass menschliches Versagen als häufige Ursache
für einen Erregereintrag angenommen werden kann.
83
Kapitel 5
Zusammenfassung
84
Zusammenfassung
Klaus Wöste
Beschreibung des aktuellen Wissensstandes zur Übertragung ausgewählter
viraler und bakterieller Erreger respiratorischer Erkrankungen zwischen
Schweinebeständen
Die verschiedenen Übertragungswege von Erregern des PRDC, porcine reproductive
and respiratory syndrome virus (PRRSV), influenza virus A, porcine circovirus type 2
(PCV2), Mycoplasma (M.) hyopneumoniae, Actinobacillus (A.) pleuropneumoniae,
zwischen Schweineherden haben hinsichtlich der Entwicklung von Strategien zur
Prävention eines Erregereintrags besondere Bedeutung für die tierärztliche
Betreuung von Schweinebeständen. Retrospektiv ergibt sich die Notwendigkeit der
Bewertung von Risikofaktoren für eine Erregerübertragung häufig in Streitfällen.
Anhand der vorliegenden Literaturübersicht wird der Stand des Wissens für die
Übertragung der Erreger des PRDC zusammengefasst.
Da die Bewertung von Untersuchungen zum Erregernachweis im Einzelfall erheblich
von den in der Diagnostik verwendeten Tests beeinflusst wird, sind auch die in der
Routinediagnostik üblichen Methoden zusammenfassend dargestellt. Dabei wird
besonders auf die Grenzen bei der Interpretation von Befunden eingegangen.
Die Übertragung der Erreger des PRDC zwischen Schweineherden erfolgt
hauptsächlich über den Kontakt zu infizierten Schweinen die mit Tierhandel/Tiersport
in andere Herden gelangen.
Risiken einer Erregerübertragung bei der Besamung mit kontaminiertem Sperma
bestehen ausschließlich bei Infektionen mit PRRSV und wahrscheinlich PCV2.
Ein Risiko für die aerogene Erregerübertragung zwischen Herden kann für Distanzen
von etwa 2 bis 3 km für M. hyopneumoniae und PRRSV angenommen werden. Für
die anderen Erreger liegen entsprechende Untersuchungen nicht vor.
Die Erreger des PRDC können in der Wildschweinepopulation häufig nachgewiesen
werden, so dass eine Übertragung zwischen Wild- und Hausschweinen bei engem
Kontakt möglich ist. Andere Tierarten haben als belebte Vektoren für die
Übertragung der Erreger des PRDC offensichtlich keine besondere Bedeutung.
Die Übertragung mit kontaminierter Schutzkleidung, kontaminierten Geräten und
Transportern ist für PRRSV und z. T. auch für M. hyopneumoniae nachgewiesen. Die
85
konsequente Einhaltung der allgemein üblichen Hygienemaßnahmen vermittelt aber
einen ausreichenden Schutz.
86
Summary
Klaus Wöste
Describtion of the current knowledge of the transmission of selected viral and
bacterial pathogens of respiratory diseases between swine herds.
Knowledge on the different ways of transmitting PRDC pathogens, porcine
reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV), influenza virus A, porcine
circovirus type 2 (PCV2), Mycoplasma (M.) hyopneumoniae, Actinobacillus (A.)
pleuropneumoniae, between swine herds is of special interest for the development of
biosecurity measures or the retrospective risk analysis in the framework of activities
of the consulting veterinarian. In this literature review the current knowledge of the
transmission of PRDC-pathogens is summarized.
Since the assessment of investigations into pathogen detection in detail is influenced
considerably by the chosen test for the diagnosis, the standard methods of routine
diagnostic procedures are described. In this context the limits of the interpretation of
the diagnostic findings are especially described in detail.
The transmission of PRDC-pathogens between swine herds mainly occurs via pig
movement (trade/ transportation).
The risk of pathogen transmission by insemination with contaminated semen plays
only a relevant role in the infection with PRRSV and probably PCV2.
A risk of the aerogen transmission of pathogens between herds within a distance of 2
to 3 km is described for M. hyopneumoniae and PRRSV. Evidence for the other
pathogens is not investigated.
The PRDC-pathogens are frequently detected in wild boar populations. Therefore,
the transmission between wild boars and domestic pigs seems possible by close
contacts. Live vectors like rodents or birds seemed to have no special importance for
the transmission of PRDC-pathogens.
PRRSV and M. hyopneumoniae can be transmitted by contaminated clothes and
boots, equipment and transporters. The strict use of sanitation protocols appears to
provide a reliable limitation of the spread.
87
Kapitel 6
Literaturverzeichnis
88
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107
Kapitel 7
Risikobewertung
108
Risikobewertung zur Übertragung des Porcinen Reproduktiven und
Respiratorischen Syndrom Virus zwischen Schweineherden
Tabelle 01:
Übertragungsweg
Tierkontakte
Material
Methode
1-, 4- und
10-Wochen
alte
Schweine
intranasale Virusisolierung: Virusisolierung,
Inokulation Lunge,
Histopathologie
Tonsillen, Urin,
Faeces,
Nasentupfer;
inkonstant von
Tag 7 – 28 p. i.
intranasale Virusisolierung: Virusisolierung
Inokulation Urin bis Tag 14
6 Schweine
(2
Versuche)
Ergebnis
Diagnostik
Autor
Rossow
et al.,
1994
Wills et
al.,
1997
Speichel bis
Tag 42
Oropharynx bis
Tag 84
Eine Erregerpersistenz auf Tonsillengewebe wurde bis zum Tag 251 nach der
Inokulation festgestellt (Wills et al., 2003).
Eine Erregerübertragung nach der Infektion wurde bis zum 86. (Bierk et al., 2001)
bzw. 99. Tag (Zimmerman et al., 1992).
Eine intermittierende Ausscheidung des Erregers wurde von Mortensen et al., 2002
beschrieben.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch Tierkontakte wird als sehr hoch
bewertet: +++++
Tabelle 02:
ÜbertraMaterial Methode
Ergebnis
gungsweg
Sperma
7 Eber
intranasale Erreger im
Infektion
Sperma bis
Tag 32 p. i.
(Studienende)
1 Eber, intranasale keine
11
Infektion
Übertragung
Sauen
künstliche durch
Besamung künstliche
Besamung
7 Eber, intranasale Übertragung
20
Infektion
des Erregers
Sauen
künstliche durch künstBesamung liche Besamung nur am
Tag 4 und 5 p.i.
Diagnostik
Autor
Virusisolierung,
Schweinebioassay
Swenson et
al., 1995
Immunfluoreszenz- Swenson et
test
al., 1994
Schweinebioassay
Immunfluoreszenz- Gradil et al.,
test
1996
109
2 Eber,
2
Sauen
8 Eber
4 Eber
intranasale
Infektion
künstliche
Besamung
Serokonversion Virusisolierung
der Sauen ab
Tag 6 der
künstlicher
Besamung
intranasale Hampshireeber PCR
Infektion
28,3 +/-17,5
Yorkshireeber
7,5 +/- 4,9
Landraceeber
51 +/- 26,9
Tage
Virusnachweis
positiv
intranasale Virusnachweis PCR
Infektion
im Sperma
vom Tag 3 bis
92 p. i.
Yaeger et
al., 1993
ChristopherHennings et
al., 2001
ChristopherHennings et
al., 1995
Durch Verdünnung und Aufbereitung der zugekauften Sperma für die künstliche
Besamung wird das Risiko verringert (Benfield et al., 2000).
Die Infektion mit dem Erreger kann zu einer intermittierenden Ausscheidung mit dem
Sperma führen (Mortensen et al., 2002; Prieto et al., 2004).
Der Einfluss einer Impfung auf die Ausscheidung des Erregers mit dem Sperma ist
nicht abschließend geklärt (Mortensen et al., 2002; Nielsen et al., 1997).
Das Risiko der Übertragung des PRRS Virus mit dem Sperma wird beim Zukauf für
die künstliche Besamung durch die ständige Kontrolle der Besamungsstationen
verringert, da demnach nur Eber das Virus übertragen können, die sich zwischen
den Kontrollen infizieren.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch Sperma wird als mäßig bewertet:
+++, wenn die Belegung der Sauen durch den Natursprung eines bestandseigenen
Ebers getätigt wird, der nicht regelmäßig kontrolliert wird, und als sehr gering
bewertet: +, wenn die Belegung durch zugekauftes Sperma aus Besamungsstationen
getätigt wird.
Tabelle 03:
ÜbertraMaterial
gungsweg
Luft
Schweine,
3 Versuche
32 Schweine
Methode
Ergebnis
Diagnostik Autor
2 Kontainer,
Abstand 1m,
unterschiedlicher
Luftdruck
Versuch 1:
94%
seropositiv
Versuch 2,3:
100%
seropositiv
Feldstamm
MN-Ib: keine
Übertragung
Referenzstamm VR-
IPMA
2 Kontainer,
Abstand 1m
Kristensen
et al., 2004
Virusisola- Torremorell
tion, PCR et al., 1997
110
Erregerhaltige
Luft in
Lufttransporter
Luftsammler
infizierte
Schweine im
Gebäude
Übertragung
des Erregers
auf Schweine
in
Transportern
im Abstand
von 1m, 30m,
80m
Übertragung
des Erregers
auf Schweine
in
Transportern
im Abstand
von 15m
2 Kontainer,
Abstand 1m
infizierte
Schweine im
Gebäude
Schweine,
5 Versuche
2332: 100 %
Übertragung
Lufttransport
bis 150 m
positiv
(maximale
Untersuchungsstrecke)
keine
Übertragung
auf Schweine
in den
Transportern
Virusisola- Dee et al.,
tion, PCR 2005c
Virusisola- Otake et
tion, PCR al., 2002
keine
Virusisola- Tricado et
Übertragung tion, PCR al., 2004
auf Schweine
in den
Transportern
in 4
Versuchen
fand eine
Übertragung
statt
Virusisola- Brockmeier
tion
et al., 2002
Die Übertragung des Erregers kann von folgenden Faktoren beeinflusst werden:
Pathogenität des Isolates, Verteilung und Anreicherung im Luftraum, Inaktivierung
durch UV-Licht und Austrocknung (Lager und Mengeling, 2000; Dee et al., 2005c;
Cho und Dee, 2006).
Die Infektion mit dem Erreger findet bevorzugt in den Wintermonaten statt
(Torremorell et al., 2004; Desrosiers, 2005).
Die Übertragung mit der Luft wird des weiteren aus epidemiologischen
Untersuchungen (Mortensen et al., 2002) und Beobachtungen abgeleitet (große
Beilage et al., 1991; Komijn et al., 1991; Mortensen und Madsen, 1992; Robertson,
1992; Wills et al., 1997).
Das Risiko einer Übertragung des Erregers mit der Luft kann nicht bewertet werden:
( ), da experimentelle Übertragungen über kurze Distanzen möglich sind, doch
Übertragungen nach natürlichen Infektionen nur vermutet werden können.
111
Tabelle 04:
ÜbertraMaterial
gungsweg
belebte
Enten,
Vektoren Hühner
Methode
Kot von
infizierten
Enten wird
Schweinen
verabreicht
Enten,
Infektion
Schweine
Schwein zu
Ente
Infektion Ente
zu Schwein
Mosquitoes Mosquitoes
(Aedes
kontaktieren
vexans)
infizierte
Schweine,
Untersuchung
der
Mosquitoes
und Kontakt
zu naiven
Schweinen
Mosquitoes Mosquitoes
kontaktieren
infizierte
Schweine,
Untersuchung
der
Mosquitoes
und Kontakt
zu naiven
Schweinen
Fliegen
Fliegen
(Muska
werden zu
domestika) infizierten
Schweinen
gegeben,
dann Kontakt
zu naiven
Schweinen
Fliegen
Fliegen
werden zu
infizierten
Schweinen
gegeben, in
die
Umgebung
entlassen und
eingefangen
Ergebnis
Diagnostik Autor
Übertragung
durch Enten
positiv, durch
Hühner negativ
Virusisolierung
Zimmerman
et al., 1997
keine
Übertragung
erfolgt
Virusisolierung,
PCR,
Bioassay
Trincado et
al., 2004
Erregerisolierung in
Mosquitoes,
keine
Erregerübertragung zu naiven
Schweinen
PCR,
Swine
bioassay
Otake et
al., 2003
Erregerisolierung in
Mosquitoes,
Erregerübertragung zu naiven
Schweinen
PCR,
Swine
bioassay
Otake et
al., 2002
Erregerübertragung zu naiven
Schweinen
PCR,
Virusisolierung
Otake et
al., 2003
Erregerisolierung in Fliegen
in der
Umgebung bis
2,4 km
Entfernung
PCR,
Swine
bioassay
Schurrer et
al., 2004
112
Personen
Kontakt von
Personen zu
infizierten
Schweinen
und
anschließend
zu naiven
Schweinen
Personen
Kontakt von
Personen zu
infizierten
Schweine
Übertragung
des Erregers
nach direktem
Kontakt, keine
Übertragung
des Erregers
nach
Einhaltung der
Hygieneprotokolle
Nachweis bis 5
h unter
Fingernägeln,
bis 48 h im
Nasensekret,
keine
Übertragung
PCR,
Virusisolierung
Otake et
al., 2002c
PCR,
Virusisolierung
Amass et
al., 2000
Die PRRS Virusinfektion wurde mehrfach in Wildschweinen detektiert, sie gelten als
Reservoir (Bouilauri et al., 2005 (Italien); Vicente et al., 2002 (Spanien); Reiner et al.,
2006 (Deutschland)).
Bei Hunden, Katzen, Waschbären, Schadnagern, Spatzen und Staren konnte kein
Virus detektiert werden, sie kommen lediglich als mechanische Vektoren in Betracht
(Hooper et al., 1994; Wills et al., 2000).
Das Risiko der Übertragung durch belebte Vektoren wird in der Praxis eingeschränkt,
da betriebsfremdem Personal betriebseigene Kleidung gestellt wird oder
Einmalkleidung
verwendet
wird.
Zudem
kommen
eventuell
weitere
Hygienemaßnahmen, wie das Ein- und Ausduschen in Betracht. Aufgrund der
Schadnager- und Insektenbekämpfung wird dieser Übertragungsweg ebenfalls
eingeschränkt. Dem Zugang weiterer Tierarten in Schweinebestände ist ebenfalls
vorzubeugen.
Die Übertragung des Erregers von Wildschweinen und Stockenten kommt in der
Freilandhaltung eine gewisse Bedeutung zu, da diese Tiere direkten Kontakt
aufnehmen können, da die Abgrenzungsvorgaben der Schweinehaltungshygieneverordnung keinen absoluten Schutz bieten.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch belebte Vektoren wird somit als
gering bewertet: ++.
Tabelle 05:
ÜbertraMaterial
gungsweg
unbelebte Kleidung
Vektoren
Methode
Ergebnis
Diagnostik Autor
Kontamination
der Kleidung
Erreger nur am
Tag 0 stabil
Virusisolierung
Schuhe,
RisikominiGegenstände mierung durch
Umverpackung,
Reinigung,
PCR
Pirtle et
al.,
1996
Dee et
al.,
113
Ultraschallgeräte
Kanülen
Wasser
Gülle
Schweinefleisch
Schweinefleisch
Umverpackung, Desinfektion
Reinigung,
genügen, um
Desinfektion
Übertragung zu
vermeiden
Untersuchung
Erregernachweis
von
in UltraschallTupferproben
geräten
Injektion von
Übertragung des
infizierten und
Erregers
anschließend
naiven Tieren
Überlebens11 Tage
fähigkeit im
überlebensfähig
Wasser
Überlebens7 Tage
fähigkeit in
überlebensfähig
Gülle
Verfüttern an
Übertragung
naive Tiere
möglich
innerhalb von
45 min nach
Schlachtung
Verfüttern an
Übertragung
naive Tiere,
möglich
erst
tiefgefroren,
nach 14 Tagen
verfüttert
2004
PCR
PCR
Virusisolierung
PCR,
Virusisolierung
PCR,
Bioassay,
Virusisolierung
PCR,
Virusisolierung
Kauffold
et al.,
2005
Otake
et al.,
2002a
Pirtle et
al.,
1996
Dee et
al.,
2005
Magar
et al.,
2004
van der
Linden
et al.,
2003
Die Übertragung des Erregers durch Transportfahrzeuge ist gegeben, sie ist jedoch
abhängig von den Wetterbedingungen und der Umsetzung der Hygienemaßnahmen
der Transportfahrzeuge (Dee et al., 2002; Anderson et al., 2003; Dee et al., 2003;
Dee et al., 2004 a; Dee et al., 2004b).
Der Eintrag des Erregers durch Gegenstände und kontaminierte Kleidung in
Schweineherden ist durch Umverpackung, Reinigung und Desinfektion vorzubeugen.
Die Übertragung des Erregers durch Kanülen ist durch das Sterilisieren gebrauchter
Kanülen oder der Verwendung von Einmalkanülen einzuschränken. Flüssigkeiten
können vor dem Verbringen desinfiziert werden oder in Behältnissen
zwischengelagert werden. Die Übertragung durch Schweinefleisch ist zu
vernachlässigen, da das Verfüttern in Deutschland verboten ist.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch unbelebte Vektoren wird mit
Einhaltung der üblichen Hygienemaßnahmen somit als mäßig bewertet: +++.
114
Risikobewertung zur Übertragung des Influenza A Virus zwischen
Schweineherden
Tabelle 06:
ÜbertraMaterial
Methode
gungsweg
Tierkontakte 18
intranasale
Schweine Infektion,
Kontakt zu
naiven
Tieren am 7.
und 28. d. p.
i.
5
intranasale
Schweine Infektion
5
intranasale
Schweine Infektion
5
intranasale,
Schweine orale und
aerogene
Infektion
Ergebnis
Diagnostik
Autor
Erregerübertragung zu
naiven Tieren,
nasale
Erregerausscheidung aller
Tiere
nasale
Erregerausscheidung bis
10 d. p. i.,
keine rektale
Ausscheidung
nasale
Erregerausscheidung
Virusisolierung,
RT-PCR
Choi et
al.,
2004
antigen capture
ELISA
Lee et
al.,
1993
Virusisolierung
auf Madin
Darby canine
kidney cells
Virusisolierung
Yazawa
et al.,
2004
nasale
Erregerausscheidung bis
4 d. p. i.,
Virämiedauer 1
Tag, keine
rektale
Ausscheidung
Brown
et al.,
1993
Von einer diskontinuierlichen, mehrmonatigen Erregerausscheidung wird in einer
älteren Studie ausgegangen (Blaskovic et al., 1970). Neuerdings wird jedoch die
Meinung der Erregerzirkulation in größeren Herden durch kurz andauernde Infektion
vertreten (Nakamura et al., 1972; Brown, 2000; Olsen et al., 2006), da die
Ausscheidungsdauer in der Mehrzahl der Fälle nur 6 bis 10 Tage p. i. anhält (Lee et
al., 1993; Choi et al., 2004; Yazawa et al., 2004; Vincent et al., 2006).
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch Tierkontakte wird als hoch
bewertet: ++++
Übertragungsweg: Sperma
Die Übertragung des Influenza A Virus bei Schweinen durch Sperma kann
weitestgehend ausgeschlossen werden, da sich die Replikation grundsätzlich auf die
Epithelzellken des Respirationstraktes und der Zellen der tracheobronchialen
Lymphknoten beschränkt (Lanza et al., 1992; Brown et al., 1993; Heinen et al., 2000;
Olsen et al., 2006). Zudem ist die Dauer der Virämie von kurzer Dauer (Brown et al.,
1993).
115
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch Sperma wird als sehr gering
bewertet: +
Übertragungsweg: Luft
Experimentelle und epidemiologische Untersuchungen zum Nachweis einer
Luftübertragung des Influenza A Virus zwischen Schweineherden sind bisher nicht
veröffentlicht. Die Luftübertragung wird durch das annähernd gleichzeitige
Vorkommen von Krankheitsausbrüchen bei feucht-kaltem Wetter in Herden einer
Region abgeleitet (Easterday, 1980; Olsen et al., 2006) und auf eine Distanz von bis
zu 4 km interpretiert (Tofts, 1986).
Das Risiko einer Übertragung des Erregers mit der Luft kann nicht bewertet werden:
( ).
Tabelle 07:
ÜbertraMaterial
gungsweg
belebte
1507
Vektoren Wildschweineseren
161
Wildschweineseren
372 Proben
von
Wildschweinen
Methode
Antikörperstatusuntersuchung
der Seren in
Ostdeutschland
Ergebnis Diagnostik
93 von
1110
Seren
H1N1
positiv,
4 von
397
Seren
H3N2
positiv
Antikörperstatus- 6 Seren
untersuchung
H1N1,
der Seren in
31
Ostdeutschland
Seren
H3N2
positiv
Antigennachweis 11,3%
positiv
Autor
SNT, Mikrohäm- Dedek
agglutinationstest et al.,
1990
HAHT
Teuffert
et al.,
1991
PCR
Reiner
et al.,
2006
Das Influenza A Virus gilt als ein Zoonoseereger. Die Infektion kann zwischen
Menschen, Geflügel, Schweinen und weiteren Tierarten zirkulieren. Dabei kann es
bei Infektionen mit mehreren Influenzaviren zum Austausch genetischen Materials
kommen oder auch Mutationen können die Infektiösität verändern (Reassortment,
antigenetic Drift, antigenetic Shift). Daher besteht ein Monitoringprogramm zur
Überwachung der Entstehung neuer Pandemien beim Menschen. Epidemiologische
Untersuchungen zu den Risiken der Erregerausbreitung innerhalb der
Schweinepopulation liegen kaum vor.
116
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch belebte Vektoren wird somit als
gering bewertet: ++.
Übertragungsweg: unbelebte Vektoren
Die Übertragung des Influenza A Virus durch kontaminierte, unbelebte Vektoren
zwischen Schweineherden wurde bisher nicht untersucht. Die Überlebensfähigkeit
auf glatten, nicht porösen Flächen wird mit bis zu 48 Stunden angegeben, auf
Kleidung, Papier und Gewebe mit bis zu 12 Stunden und auf Handflächen bis zu 15
Minuten (Bean et al.,1982). Tiwari et al., 2006 geben die Überlebensfähigkeit
außerhalb eines Wirtes mit bis zu 6 Tagen an.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch unbelebte Vektoren kann nicht
bewertet werden: ( ).
117
Risikobewertung zur Übertragung des Porcinen Circovirus 2 zwischen
Schweineherden
Tabelle 08:
ÜbertraMaterial
gungsweg
Tierkontakte 23 Ferkel
Methode
Ergebnis
intranasale
und subcutane
Infektion
Erreger nasal,
rektal, auf
Tonsillentupfer, im
Serum und Urin bis
125 d. p. i.
nachweisbar,
Erregerübertragung
42 d. p. i. auf naive
Tiere
146
quantitative
Erregernachweis
Schweine Untersuchung quantitativ am
von
meisten
Probenmaterial nachweisbar auf
Tracheobronchialtupfern, weiterhin
im Serum, tonsillar,
nasal, faekal und
im Urin
20
intranasale
faekale
Schweine Infektion
Ausscheidung aller
inokulierten Tiere
Diagnostik
Autor
Virusisolierung auf
Pk 15
Zellen,
PCR
Bolin et
al., 2001
quantitative Segales
PCR
et al.,
2005
PCR
Reynaud
et al.,
2001
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch Tierkontakte wird als sehr hoch
bewertet: +++++
Tabelle 09:
ÜbertraMaterial
gungsweg
Sperma
4 Eber
Methode
Ergebnis
intranasale Erreger im
Infektion
Sperma vom 5.
bis zum 47. d. p.
i. intermittierend
nachweisbar
5 Eber
natürliche Erregernachweis
Infektion
bis zu drei
Monaten im
Sperma
43 Eber
natürliche Erregernachweis
Infektion
bei 13 Ebern bis
zu 27 Wochen
98
Erregernachweis
Spermaproben
in 20 Proben
Diagnostik Autor
nested
PCR
Larochelle
et al.,
2000
PCR
Le Tallec
et al.,
2001
nested
PCR
McIntosh
et al.,
2006
Kim et al.,
2003
PCR,
kulturell
118
Eine intermittierende Ausscheidung mit dem Sperma wurde beschrieben, sodaß die
Übertragung über einen längeren Zeitraum möglich ist (McIntosh et al., 2006). Durch
die ständige Kontrolle der Besamungsstationen und der Verdünnung und
Aufbereitung des zugekauften Spermas für die künstliche Besamung wird das Risiko
verringert.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch Sperma wird als hoch bewertet:
++++, wenn die Belegung der Sauen durch den Natursprung eines bestandseigenen
Ebers getätigt wird, da der Erreger nahezu ubiquitär verbreitet ist, und als sehr
gering bewertet: +, wenn die Belegung durch zugekauftes Sperma aus
Besamungsstationen getätigt wird.
Übertragungsweg: Luft
Das porcine Circovirus 2 ist nahezu ubiquitär in der Schweinepopulation verbreitet,
es liegen bisher keine Publikationen zur Übertragung des Erregers mit der Luft vor.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers mit der Luft kann nicht bewertet werden:
( ).
Übertragungsweg: unbelebte Vektoren
Es liegen keine Publikationen zur Übertragung von PCV 2 durch unbelebte Vektoren
vor. Es ist aber von einem hohen Übertragungsrisiko auszugehen, da der Erreger
eine hohe Tenazität in der Umwelt besitzt.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch unbelebte Vektoren kann nicht
bewertet werden: ( ).
Tabelle 10:
ÜbertraMaterial
gungsweg
belebte
232
Vektoren Wildschweine
Süddeutschland
656
Wildschweine
Spanien
Methode
Ergebnis
Diagnostik Autor
natürliche
Infektion,
Untersuchung
der Milz
natürliche
Infektion,
unterschiedliche
Haltungsformen
im Durchschnitt
35,95 % positiv
PCR
28
natürliche InWildschweine fektion, UnterÖsterreich
suchung von
Lungengewebe
und Serum
314 Proben
IPMA
mittlere bis hohe
Antikörper, um
so intensiver die
Haltung und um
so jünger die
Tiere, desto
höher der
Infektionsstatus
13 Proben
Genompositiv,
analyse
Nachweis zweier
PCV 2 Stämme
Knell et
al., 2004
Vicente
et al.,
2004
Exel et
al., 2004
119
1
Wildschwein
Ostdeutschland
ca 2000
Wildschweine
natürliche
Infektion
Erregernachweis
PCR
Schulze
et al.,
2003
natürliche
Infektion,
Intensivhaltung
Erregernachweis
Ellis et
al., 2003
Mäuse,
Kaninchen
intranasale,
intraperitoneale
Infektion
antigen
ELISA,
ICH, ISH,
PCR
PCR
Rinder,
Schafe,
Menschen
epidemiologische Studie,
Infektionsversuche
kein Erregernachweis (einige
Mäuse positiv,
jedoch keine
Klinik, evtl.
Inokulationsreste
kein ErregerPCR
nachweis
Quintana
et al.,
2002
Allan et
al., 2000
Serologische Untersuchungen und Infektionsversuche an Menschen, Rindern,
Schafen, Ziegen, Pferden, Hunden, Katzen, Kaninchen und Mäusen ergaben keine
Hinweise auf ein Vorkommen von PCV 2 Infektionen. Diese Spezies haben als
belebte Vektoren für die Übertragung von PCV 2 keine Bedeutung (Allan et al., 2000;
Ellis et al., 2000, Ellis et al., 2001; Quintana et al., 2002; Rodriguez-Arrioja et al.,
2003). Durch die vorgegebenen Einfriedungs- und Hygienevorschriften nach der
Schweinehaltungshygieneverordnung wird der Kontakt zu belebten Vektoren
untersagt. Der Mensch als belebter Vektor ist nur zur mechanischen Übertragung in
der Lage und kann die Infektion von Schweinebeständen trotz der hohen Tenazität
des Erregers somit einschränken.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch belebte Vektoren wird somit als
gering bewertet: ++.
120
Risikobewertung zur Übertragung von Mycoplasma hyopneumoniae zwischen
Schweineherden
Tabelle 11:
ÜbertraMaterial
Methode
gungsweg
Tierkontakte 60
intratrachale
Schweine Infektion
Ergebnis
ab 11. d. p. i.
Nachweis in
Nasentupfer
63
intranasale
ab 28. d. p. i.
Schweine Infektion,
Nachweis nach
Kontaktinfektion direktem
Kontakt, im
Bronchiustupfer
bis 185 d. p. i.
60 Sauen intranasale
Übertragung
Infektion,
des Erregers
Kontaktinfektion 80 d. p. i. auf
Kontakttiere
Sauen
natürliche
Jungsauen
Infektion,
52% positiv
NasentupferSauen 2.-4.
entnahme
Wurf 39%
positiv
Sauen 5.-7.
Wurf 35%
positiv
Sauen >7. Wurf
0% positiv
200
Aerosolinfektion positiver
Schweine
Nachweis bis
Tag 85 p. i.
Diagnostik Autor
nested
PCR
PCR
Pieters und
Pijoan,
2000
Fano et al.,
2005a
nested
PCR
Pieters et
al., 2006
nested
PCR
Calsamiglia
et al., 2000
Kultur,
PCR, IFT,
ELISA
Sørensen
et al., 1997
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch Tierkontakte wird als sehr hoch
bewertet: +++++
Übertragungsweg: Sperma
Mycoplasma
hyopneumoniae
wird
ausschließlich
mit
Sekreten
des
Respirationstraktes ausgeschieden, die Übertragung mittels Sperma wird als
unwahrscheinlich angesehen (Desrosiers, 2001), da eine Infektion nur durch eine
Kontamination des Spermas für die künstliche Besamung möglich ist, das Überleben
des Erregers in dem Sperma jedoch durch zugesetzte Antibiotika eingeschränkt wird.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch Sperma wird als sehr gering
bewertet: +
121
Tabelle 12:
ÜbertraMaterial
gungsweg
Luft
Erregerhaltige
Luft
Methode
Erregerdetektion in
Luftstrom der durch
ein PVC-Rohr
geleitet wird
infizierte
Erregerdetektion in
Schweine der Luft,
Infektionen
innerhalb des
Gebäudes
28
Erregerdetektion in
infizierte
der Luft,
Schweine Erregerübertragung
aus dem Gebäude
auf Transporter in 1
m Abstand und 6 m
Entfernung durch
PVC-Rohr am Tag
28 bzw. 42 p. i.
Ergebnis
Diagnostik Autor
Erregernachweis nested
bis 150 m
PCR
Cardona
et al.,
2005
Erregernachweis PCR
in der Luft,
Infektion naiver
Schweine
Thacker
et al.,
1999
ErregerüberELISA,
tragung am Tag nested
42 p. i. positiv,
PCR
Erregernachweis
in der Luft
Fano et
al., 2004
In einer systematischen epidemiologischen Untersuchung wurde die kritische
Entfernung für die Übertragung von Mycoplasma hyopneumoniae mit der Luft auf 3,2
km geschätzt (Goodwin, 1985). Dabei sind jedoch Einflußfaktoren wie die räumliche
Nähe, die Luftfeuchte, die Temperatur, die Luftgeschwindigkeit und die
Schweinedichte in der Region zu beachten.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers mit der Luft wird als gering bewertet: ++.
Tabelle 13:
ÜbertraMaterial
gungsweg
belebte
91
Vektoren Wildschweinsera
171 Lungenexsudate
63
Wildschweine
Frankreich
372 Proben
von
Wildschweinen
in Deutschland
Personen
Methode
Ergebnis
Diagnostik Autor
natürliche
Infektion
53 positiv:
58%
15 positiv:
9%
38 ELISA
positiv
2 PCR
positiv
50 % positiv
ELISA,
PCR
Marois et
al., 2006
multiplex
PCR
Reiner et
al., 2006
Keine
Erregerübertragung
durch
nested
PCR
Batista et
al., 2004
natürliche
Infektion
Untersuchung
der
Erregerübertragung nach
122
Atem, Haare
Einhaltung
unterschiedlicher
Hygieneprotokolle,
Serum- und
Nasentupferproben von
Personen
untersucht
Virusisolierung
Personen
nach
Einhaltung
der Hygieneprotokolle
keine
Erregerisolierung
Friis
Medium
Goodwin,
1985
Aufgrund der geringen Tenazität des Erregers, der Abgrenzungsmaßnahmen von
Schweinen gegen andere Tierspezies und der Einhaltung der üblichen
Hygienemaßnahmen von Personen ist die Übertragung eingeschränkt.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch belebte Vektoren wird als gering
bewertet: ++
Tabelle 14:
ÜbertraMaterial
gungsweg
unbelebte Kleidung
Vektoren Filterpapier
Regenwasser
Methode
Ergebnis
Diagnostik Autor
experimentelle Erregernachweis Friis
Kontamination bis 76 h p. i.
Medium
der Vektoren
Erregernachweis
bis 96 h p. i.
Erregernachweis
bis 17 d p. i.
Goodwin,
1985
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch unbelebte Vektoren wird als
gering bewertet: ++
123
Risikobewertung zur Übertragung von Actinobacillus pleuropneumoniae
zwischen Schweineherden
Tabelle 15:
ÜbertraMaterial
gungsweg
Tierkon5 Sauen,
takte
47 Ferkel
120
Schweine
75
Schweine
18
Schweine
Methode
Ergebnis
Diagnostik Autor
Tonsillenproben,
Blutproben
alle Sauen
natürliche
Infektion:
Carrier, erster
positiver
Nachweis auf
den Tonsillen
der Ferkel 11 d.
p. i.
Erregerübertragung nach 7,
15 und 25 d. p.
i.
PCR
Vigre et
al.,
2002
kulturell
Velthuis
et al.,
2002
Erregerübertragung nach 0
und 49 d. p. i.
schnelle
Erregerübertragung, kurze
Inkubationszeit, akute
Erkrankung
kulturell,
KBR
Nielsen
et al.,
1975
Savoye
et al.,
2000
intranasale,
endobronchiale
Infektion,
Tonsillenproben,
Nasentupfer,
Kontakt 7 dpi
Übertragungsversuch nach 0, 21
und 49 d. p. i.
intranasale
Infektion, direkter
und indirekter
Kontakt
PCR
Der Hauptübertragungsweg für den Erreger sind infizierte, klinisch gesund
erscheinende Schweine, die als Carrier den Erreger auf den Tonsillen beherbergen.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch Tierkontakte wird als sehr hoch
bewertet: +++++
Übertragungsweg: Sperma
Actinobacillus
pleuropneumoniae
besiedelt
natürlich
ausschließlich
den
Respirationstrakt des Schweines (Sheehan et al., 2003). Bisher wurden keine
Untersuchungen veröffentlicht, die die Übertragung des Erregers mit Sperma
beschreiben. Zudem wird durch Antibiotikazusätze zu dem Verdünner des Spermas
zur künstlichen Besamung eine mögliche Kontamination vorgebeugt.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch Sperma wird als sehr gering
bewertet: +
124
Tabelle 16:
ÜbertraMaterial
Methode
gungsweg
Luft
Schweine Kontainer im
Abstand von 1 m
bei unterschiedlicher Luftrate
18
intranasale
Schweine Infektion,
Übertragung über
eine Distanz von
2,5 m,
Erregerdetektion
in Luftproben
32
Kontainer im
Schweine Abstand von 1 m
Ergebnis
Diagnostik Autor
Erregerübertragung bei
hoher Luftrate
positiv
Erregerübertragung über
2,5 m positiv,
Erregerdetektion in
Luftproben
positiv
Erregerübertragung über
1 m positiv
ELISA
Kristensen
et al., 2002
kulturell,
ELISA
Jobert et
al., 2000
kulturell,
ELISA
Torremorell
et al., 1997
In einer seroepidemiologischen Untersuchung in Dänemark wurde die Übertragung
von Actinobacillus pleuropneumoniae über eine Distanz von bis zu einem Kilometer
abgeschätzt (Fussing et al., 1998).
Das Risiko einer Übertragung des Erregers mit der Luft kann nicht bewertet werden:
( ).
Tabelle 17:
ÜbertraMaterial
gungsweg
belebte
372 Proben
Vektoren
von Wildschweinen in
Deutschland
Mäuse
Methode
Ergebnis
Diagnostik
Autor
serologische
Untersuchungen
30 % der
Proben
positiv
ELISA
Reiner
et al.,
2006
intraperitoneale
Infektion
Erkrankung
kulturell,
Komal
der Mäuse,
Koagulations- et al.,
jedoch
test
1990
Virulenzunterschiede
der Erregerstämme
Mäuse
intranasale
Erkrankung
kulturell
Bröring
Infektion
nach 12 h. p.
et al.,
i.
1989
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch belebte Vektoren wird als sehr
gering bewertet: +
Übertragungsweg: unbelebte Vektoren
Die Übertragung von Actinobacillus pleuropneumoniae durch unbelebte Vektoren ist
bisher nicht ausreichend untersucht.
Das Risiko einer Übertragung des Erregers durch unbelebte Vektoren kann nicht
bewertet werden: ( ).
125
126
Danksagungen
Frau PD Dr. E. große Beilage danke ich für die Überlassung des Themas, die
ständige Diskussionsbereitschaft und die stets gewährte freundliche Unterstützung
und konstruktive Kritik bei der Anfertigung der Arbeit.
Herrn Dr. Alois Dierkes danke ich für die Unterstützung bei Problemen und die
Anerkennung des oft sehr spontan eingereichten Urlaubes.
Meinen Eltern möchte ich für die motivierenden Gespräche und die Unterstützung
während der arbeitsreichen Phasen danken.
Meinem Bruder Andreas möchte ich für die stetige Ausstrahlung einer entspannten
Atmosphäre und der zeitweisen Bereitstellung seines Büros danken.
Meiner Schwester Karin und meinem Schwager Markus möchte ich für die
gemeinsamen abwechslungsreichen Unternehmungen danken.
Bei Henrike möchte ich mich für die unendliche Geduld und das Opfern unzähliger
gemeinsamer Stunden bedanken.