acetato-Liganden

Untersuchungen zu Synthese und Reaktivität
neuer Ruthenium-Komplexe mit
Bis(pyrazol-1-yl)acetato-Liganden
Rainer Müller
Konstanzer Online-Publikations-System (KOPS)
URL: http://www.ub.uni-konstanz.de/kops/volltexte/2006/1989/
Untersuchungen zu Synthese und Reaktivität neuer
Ruthenium-Komplexe mit Bis(pyrazol-1-yl)acetato-Liganden
Dissertation
zur Erlangung des akademischen Grades des
Doktors der Naturwissenschaften (Dr. rer. nat.)
an der Universität Konstanz im Fachbereich Chemie
vorgelegt von
Rainer Müller
Tag der mündlichen Prüfung: 29.09.2006
Referenten:
Prof. Dr. N. Burzlaff (Universität Erlangen-Nürnberg)
Prof. Dr. A. Marx
Die experimentellen Untersuchungen zur vorliegenden Arbeit wurden in der Zeit von
März 2002 bis Juni 2006
unter Anleitung von Herrn Dr. Nicolai Burzlaff (seit Dezember 2004 Professor an der
Universität Erlangen-Nürnberg) in der Arbeitsgruppe von Herrn Prof. Dr. Helmut Fischer
in der naturwissenschaftlich-mathematischen Sektion / Fachbereich Chemie
der Universität Konstanz durchgeführt.
Mein besonderer Dank gilt
Herrn Prof. Dr. Nicolai Burzlaff
für den großen Freiraum bei der Bearbeitung des interessanten Themas
und seine vielfältigen Hinweise.
Außerdem danke ich
Herrn Prof. Dr. H. Fischer
für die Aufnahme in seine Arbeitsgruppe und die Bereitstellung eines Arbeitsplatzes.
Für meine Eltern
Erfolg besteht aus
50% Arbeit,
50% Können
und 50% Glück.
(Der neue Buchhalter von Hägar dem Schrecklichen)
Teile dieser Arbeit wurden bereits veröffentlicht:
„Ruthenium(II) Complexes Bearing Carboxylato and 2-Oxocarboxylato Ligands“
R. Müller, E. Hübner, N. Burzlaff, Eur. J. Inorg. Chem. 2004, 2151-2159.
I
Inhaltsverzeichnis
1. Einleitung ............................................................................................................................... 1
2. Kenntnisstand ......................................................................................................................... 3
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade ............................................ 3
2.1.1 Die 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzyme.................................................................... 6
2.1.1.1 Deacetoxycephalosporin C-Synthase (DAOCS)................................................ 9
2.1.1.2 Clavaminsäure-Synthase (CAS)....................................................................... 10
2.1.1.3 Carbapenem-Synthase (CarC).......................................................................... 12
2.1.1.4 Asparaginyl-, Lysyl-, Prolin- und Prolyl-Hydroxylasen.................................. 12
2.1.1.5 Taurin-Dioxygenase (TauD) und Alkylsulfatase (AtsK) ................................. 14
2.1.1.6 2,4-Dichlorphenoxyessigsäure-Dioxygenase (TfdA)....................................... 17
2.1.1.7 Weitere 2-Oxoglutarat-abhängige Enzyme...................................................... 17
2.1.2 4-Hydroxyphenylpyruvat-Dioxygenase (4-HPPD)................................................. 18
2.1.3 Gentisat-1,2-Dioxygenase (GO) und Homogentisat-1,2-Dioxygenase (HGO) ...... 19
2.1.4 1-Amino-1-cyclopropancarboxylat-Oxidase (ACCO) ............................................ 20
2.1.5 Weitere Enzyme mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade....................................... 22
2.1.5.1 Isopenicillin N-Synthase (IPNS)...................................................................... 22
2.1.5.2 Pterin-abhängige Dioxygenasen....................................................................... 22
2.1.5.3 (S)-2-Hydroxypropylphosphonsäure-Epoxidase (HppE)................................. 24
2.1.5.4 Rieske-Aren- und Extradiol-spaltende Catechol-Dioxygenasen...................... 25
2.2 Enzym-Inhibitoren ......................................................................................................... 26
2.2.1 N-Oxalylglycin, ein 2-Oxoglutarat-analoger Inhibitor............................................ 26
2.2.2 Inhibition der 4-HPPD durch Triketon-Typ-Inhibitoren......................................... 28
2.3 Modell- und andere Komplexe....................................................................................... 31
2.3.1 Liganden in der Koordinationschemie .................................................................... 31
2.3.1.1 Cp und Cp* ....................................................................................................... 31
2.3.1.2 Trispyrazolylborate (Tp) .................................................................................. 32
2.3.1.3 Liganden für Enzym-Modelle .......................................................................... 33
2.3.1.4 Modell-Komplexe mit Bispyrazolylacetato-Liganden..................................... 33
II
Inhaltsverzeichnis
2.3.2 Modell-Komplexe ................................................................................................... 39
2.3.2.1 Eisen- und Ruthenium-Modelle für 2-Oxoglutarat-abhängige Enzyme .......... 39
2.3.2.2 Ruthenium-Komplexe mit Aminosäuren und Pterin........................................ 41
2.3.2.3 Isopenicillin N-Synthase-Modelle am Ruthenium........................................... 43
2.3.2.4 Komplexe mit dem biologisch bedeutsamen Stickstoffmonoxid (NO) ........... 44
2.4 Katalyse und Bio-inspirierte Oxidationen...................................................................... 48
2.4.1 Eisen-Oxo-Komplexe und Oxidationen mit Eisen-Katalysatoren .......................... 48
2.4.2 Ruthenium in der Katalyse...................................................................................... 51
2.4.3 Oxidationskatalysen mit Ruthenium-Komplexen ................................................... 52
3. Aufgabenstellung ................................................................................................................. 57
4. Ergebnisse und Diskussion................................................................................................... 59
4.1 Synthese der Vorstufen .................................................................................................. 59
4.1.1 Darstellung von Bis(pyrazol-1-yl)essigsäure aus Dichloressigsäure ...................... 59
4.1.2 Synthese von 2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxy-cyclohex-2-enon ........................... 60
4.1.3 Optimierte Synthese von Dichloro-tris(triphenylphosphan)ruthenium(II) ............. 61
4.1.4 Synthese verschiedener Thalliumsalze.................................................................... 61
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden .................. 68
4.2.1 Synthese von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen ............................ 68
4.2.2 Quantenmechanische Rechnungen zu MLCT-Übergängen in 2-OxocarboxylatoRuthenium-Modell-Komplexen ....................................................................................... 79
4.2.3 Vergleich der Modell-Komplexe mit Enzymen ...................................................... 82
4.2.4 Cp-Carboxylato-Komplexe ..................................................................................... 84
4.2.5 Weitere Umsetzungen mit Thalliumcarboxylaten................................................... 85
4.2.5.1 Ruthenium-Modell-Komplex mit der Aminosäure Glycin .............................. 85
4.2.5.2 Acrylato-Ruthenium-Komplex......................................................................... 88
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen ............. 91
4.3.1 Reversible Bildung eines Wasser-Adduktes [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(OH2)] ..... 91
4.3.2 Reaktion von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen mit NO-Gas und
NO[BF4] ........................................................................................................................... 93
4.3.3 Umsetzung von Carboxylato-Komplexen mit CO-Gas ........................................ 103
4.3.4 Umsetzung von Acetato-Komplexen mit SO2-Gas............................................... 108
4.3.5 Versuchte Synthese von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(CO2)] .................................. 117
Inhaltsverzeichnis
III
4.3.6 Versuchte Bildung eines N2-Adduktes [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(N2)] .............. 118
4.3.7 Quantenmechanische Betrachtung der Umsetzung des Acetato-Komplexes 22 mit
CO-, CO2-, SO2- und N2-Gas ......................................................................................... 119
4.3.8 σ-Donor-Eigenschaften und Besonderheiten des bdmpza-Liganden.................... 120
4.3.9 Bildung eines MeCN-Komplexes ......................................................................... 123
4.3.10 Bildung eines Pyridin-Carboxylato-Komplexes ................................................. 127
4.4 Ruthenium-Komplexe mit Enzym-Inhibitoren ............................................................ 133
4.4.1 Inhibitor-Modell-Komplex mit dem 2-Oxoglutarat-analogen N-Oxalylglycin .... 134
4.4.2 Ruthenium-Modell-Komplex
mit
dem
Triketon-Typ-Inhibitor
2-(o-Chloro-
benzoyl)-3-hydroxy-cyclohex-2-enon............................................................................ 139
4.4.3 Acetylsalicylsäure-Ruthenium-Komplex .............................................................. 143
4.4.4 Reaktion mit Thalliumsalicylat ............................................................................. 145
4.4.5 Modell-Komplexe mit Hydroxamaten .................................................................. 147
4.5 Versuche zur Oxidationskatalyse ................................................................................. 149
5. Experimenteller Teil........................................................................................................... 157
5.1 Allgemeines.................................................................................................................. 157
5.1.1 Arbeitstechniken.................................................................................................... 157
5.1.2 Spektroskopische und analytische Verfahren ....................................................... 157
5.1.3 Ausgangsverbindungen ......................................................................................... 159
5.2 Synthese der Vorstufen ................................................................................................ 161
5.2.1 Bis(pyrazol-1-yl)essigsäure (Hbpza)..................................................................... 161
5.2.2 Synthese von 2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxycyclohex-2-enon .......................... 162
5.2.3 Optimierte
Darstellung
von
Dichloro-tris(triphenylphosphan)ruthenium(II)
[RuCl2(PPh3)3]................................................................................................................ 163
5.2.4 Synthese der Thallium-Salze................................................................................. 163
5.3 Synthese von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen ................................. 172
5.3.1 Komplexe mit Bispyrazolylacetato-Liganden....................................................... 172
5.3.2 Komplexe mit Cp-Liganden.................................................................................. 182
5.3.3 Weitere Umsetzungen mit Thalliumcarboxylaten................................................. 184
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen .... 187
5.4.1 Reversible Bildung eines Wasser-Adduktes [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(OH2)] ... 187
IV
Inhaltsverzeichnis
5.4.2 Reaktion von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen mit NO-Gas und
NO[BF4] ......................................................................................................................... 189
5.4.3 Umsetzung von Carboxylato-Komplexen mit CO-Gas ........................................ 199
5.4.4 Umsetzung von Carboxylato-Komplexen mit SO2-Gas........................................ 201
5.4.5 Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] mit CO2-Gas.................................... 204
5.4.6 Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] mit N2-Gas ...................................... 204
5.4.7 Umsetzung der CO- und SO2-Addukt-Komplexe mit HO2CC(O)Ph ................... 204
5.4.8 Reaktion von Bispyrazolylacetato-Komplexen mit MeCN .................................. 205
5.4.9 Reaktion von Carboxylato-Komplexen mit Pyridin.............................................. 210
5.5 Synthese von Ruthenium-Komplexen mit Enzym-Inhibitoren.................................... 218
5.6 Versuche zur Oxidations-Katalyse............................................................................... 223
5.6.1 Oxidation von Diphenylsulfid............................................................................... 223
5.6.2 Oxidation von Cyclohexen.................................................................................... 224
5.7 Quantenmechanische Berechnungen............................................................................ 226
5.8 Röntgenstrukturanalysen.............................................................................................. 226
6. Zusammenfassung.............................................................................................................. 229
Verbindungsverzeichnis ......................................................................................................... 241
Literaturverzeichnis................................................................................................................ 245
Verbindungsübersicht............................................................................................................. 265
Danksagung............................................................................................................................ 271
V
Verwendete Abkürzungen
abs.
absolut, wasserfrei
ACC
1-Aminocyclopropancarboxylat
ACCO
1-Amino-1-cyclopropancarboxylat-Oxidase
ACV
δ-(L-α-Aminoadipoyl)-L-Cysteinyl-D-Valin
ANS
Anthocyanidin-Synthase
ASA
Acetylsalicylat
Asc
Ascorbat
Asp
Asparaginsäure
AtsK
Alkylsulfatase
bdmpza
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetat
bdmpzm
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)methan
BLS
β-Lactam-Synthetase
bpza
Bis(pyrazol-1-yl)acetat
BphC
2,3-Dihydroxybiphenyl-1,2-Dioxygenase
BPMEN
N,N’-Dimethyl-N,N’-bis(2-pyridylmethyl)-1,2-diaminoethan
bpy
2,2'-Bipyridyl
CarC
Carbapenem-Synthase
CARDO
Carbazol-1,9a-Dioxygenase
CAS
Clavaminsäure-Synthase
chir
(S,S)-Ph2PCHMeCHMePPh2
Cp
Cyclopentadienyl
Cp*
Pentamethylcyclopentadienyl
2,3-CTD
Catechol-2,3-Dioxygenase
DAOCS
Deacetoxycephalosporin C-Synthase
DACS
Deacetylcephalosporin C-Synthase
depe
Et2P(CH2)2PEt2
DEPT
Distortionless Enhancement by Polarization Transfer
DFT
Dichtefunktionaltheorie
VI
Verwendete Abkürzungen
DMF
N,N-Dimethylformamid
DMSO
Dimethylsulfoxid
DNTDO
Dinitrotoluol-Dioxygenase
dppb
Ph2P(CH2)4PPh2
dppene
1,2-Bis(diphenylphosphano)ethen
dppm
Ph2PCH2PPh2
EI
Electron Impact
EPR
Electron Paramagnetic Resonance
eq
Äquivalente
Et
Ethyl
Et2O
Diethylether
EtOH
Ethanol
EXAFS
Extended X-ray Absorption Fine Structure
F3βOH
Flavanon-3β-Hydroxylase
FAB
Fast Atom Bombardment
FIH
Factor Inhibiting HIF
FLS
Flavanol-Synthase
FNS I
Flavon-Synthase I
Glu
Glutaminsäure
GO
Gentisat-1,2-Dioxygenase
Hbdmpza
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)essigsäure
Hbpza
Bis(pyrazol-1-yl)essigsäure
HGO
Homogentisat-1,2-Dioxygenase
HIF
Hypoxia Inducible Factor
His
Histidin
HOMO
Highest Occupied Molecular Orbital
4-HPA
4-Hydroxyphenylacetat
4-HPPD
4-Hydroxyphenylpyruvat-Dioxygenase
HppE
(S)-2-Hydroxypropanylphosphonsäure-Epoxidase
HV
„Hoch-Vakuum“ d.h. Ölpumpenvakuum
i
ipso
IPNS
Isopenicillin N-Synthase
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
IR
Infrarot
LH
Lysyl-Hydroxylase
LUMO
Lowest Unoccupied Molecular Orbital
m
meta
M+
Molekularion (im Zusammenhang mit Massenspektren)
Me
Methyl
Me3TACN
1,4,7-Trimethyl-1,4,7-triazacyclononan
MLCT
Metal Ligand Charge Transfer
MS
Massenspektrum
NAD+
Nicotinamidadenindinucleotid
NADH
Nicotinamidadenindinucleotid, reduzierte Form
NBOH
3-Nitrobenzylalkohol
NDO
Naphthalin-1,2-Dioxygenase
NHC
N-heterocyclisches Carben
NMR
Nuclear Magnetic Resonanz
NTBC
2-(2-Nitro-4-fluoromethylbenzoyl)-1,3-cyclohexandion
NTDO
Nitrotoluol-Dioxygenase
o
ortho
2-OG
2-Oxoglutarat
OAc
Acetat
p
para
PAH
Proclavaminat-Amidinohydrolase
PAHX
Phytanoyl-Coenzym A-2-Hydroxylase
4,5-PCD
Protocatechuat-4,5-Dioxygenase
P3H
Prolin-3-Hydroxylase
P4H
Prolin-4-Hydroxylase
P4-H
Prolyl-4-Hydroxylase
Ph
Phenyl (C6H5)
PheOH
Phenylalanin-Hydroxylase
pn
Ph2PCH2CH2NMe2
py
Pyridin
pz
Pyrazolyl
VII
VIII
Verwendete Abkürzungen
RT
Raumtemperatur
SA
Salicylat
SET
Single Electron Transfer
TACN
1,4,7-Triazacyclononan
TauD
Taurin-Dioxygenase
tBu
tert-Butyl
TDO
Toluol-Dioxygenase
TfdA
2,4-Dichlorphenoxyessigsäure-Dioxygenase
THF
Tetrahydrofuran
5TLA
Tris((5-methyl-2-pyridyl)methyl)amin
6TLA
Tris((6-methyl-2-pyridyl)methyl)amin
TMC
1,4,8,11-Tetramethyl-1,4,8,11-tetraazacyclotetradecan
TMS
Tetramethylsilan
Tp
Trispyrazolylborat bzw. Hydrotrispyrazolylborat
TptBu,iPr
Hydrotris(3-tert-butyl-5-iso-propylpyrazolyl)borat
TpMe2
Hydrotris(3,5-dimethylpyrazolyl)borat
TpPh2
Hydrotris(3,5-diphenylpyrazolyl)borat
iPr2
Tp
Hydrotris(3,5-diisopropylpyrazolyl)borat
TPA
Tris(2-pyridylmethyl)amin
Tpm
Trispyrazolylmethan
Triketon
2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxylat-cyclohex-2-enon
TrpOH
Tryptophan-Hydroxylase
TyrOH
Tyrosin-Hydroxylase
UV
ultravioletter Bereich des Spektrums
Vis
sichtbarer Bereich des Spektrums
Zers.
Zersetzung
1
1. Einleitung
Enzyme sind die Katalysatoren der belebten Natur. Ohne diese Bio-Katalysatoren wäre das
Leben praktisch nicht möglich, da durch sie in Organismen vorkommende chemische
Reaktionen mit einer höheren Geschwindigkeit ablaufen bzw. manche Reaktionen erst
möglich sind. Bei den so genannten Metalloenzymen handelt es sich um metallhaltige
Enzyme. Diese Gruppe umfasst einen großen Teil der Enzyme. Das Metallzentrum ist hierbei
oft das aktive Zentrum des Enzyms oder zumindest essentiell für die Funktion des Enzyms.
Ein häufig in Enzymen vorkommendes Metall ist neben Zink, Mangan und anderen Metallen,
das Eisen. Seit langem bekannt sind hierbei die so genannten Häm-Enzyme, bei denen das
Eisen-Zentrum in dem Porphyrin-Liganden der „Häm-Gruppe“ gebunden ist.
In den letzten Jahren konnte von vielen Nicht-Häm-Eisen(II)-Enzymen die Proteinstruktur
geklärt werden. Dabei fällt auf, dass bei vielen dieser Enzyme eine strukturelle Ähnlichkeit
im aktiven Zentrum besteht. Der Eisen(II)-Kern wird von zwei Histidin-Gruppen und einer
Carboxylat-Gruppe (aus Asparagin- oder Glutaminsäure) koordiniert (siehe Abb. 1). In
diesem Zusammenhang führte Lawrence Que Jr. den Begriff der facialen 2-His-1-CarboxylatTriade ein.[1] Die Häufigkeit dieses so genannten NNO-Motivs lässt den Schluss zu, dass
diese Anordnung eine besondere Bedeutung für den Wirkmechanismus hat.
L
O
O
Asp/Glu
His
L
Fe
N
L
His
N
NH
N
H
Abb. 1: NNO-Motiv der facialen 2-His-1-Carboxylat-Triade
Da es sich bei Enzymen um sehr große Moleküle handelt, sind diese nur sehr schwer zu
untersuchen. Gängige Methoden wie NMR-Spektroskopie können praktisch nicht angewendet
werden. Somit ist die Röntgenstrukturanalyse eine der wenigen praktikablen Untersuchungs-
2
1. Einleitung
methoden. Neben der Enzymstruktur ist aber vor allem der Reaktionsmechanismus von
großem Interesse. Hierzu müssen Intermediate kristallisiert und röntgenographisch untersucht
werden. Trotz der verbesserten Untersuchungsmethoden ist die Erforschung der EnzymChemie mit hohem Arbeitsaufwand verbunden. Daher ist die Entwicklung von Modellverbindungen, die leicht erhältlich sind und mit denen die Reaktionen eines Enzyms nachvollzogen
werden können, von großem Interesse. Hierfür werden in der Bioanorganischen Chemie
bekannte Verbindungen und Reaktionen der Metallorganischen Chemie derart modifiziert,
dass sie mit Enzymen vergleichbar sind. So werden neue Liganden entwickelt, die die Metallbindung an das Protein im Enzym nachahmen. Gegebenenfalls werden auch andere Metalle
verwendet, z.B. Ruthenium anstelle von Eisen, da Eisen-Komplexe high-spin und daher paramagnetisch sind und somit nicht NMR-spektroskopisch untersucht werden können. Mit den
so erhaltenen Enzym-Modellen versucht man die Struktur und Funktion der Enzyme besser zu
verstehen.
Viele Krankheiten sind auf Enzyme zurückzuführen. Um neue Behandlungsmethoden zu
entwickeln, sucht man nach Enzym-Inhibitoren. Modell-Komplexe könnten dabei helfen,
potentielle Inhibitoren zunächst an einfachen Systemen auf ihre Fähigkeit, an Metalle zu
koordinieren, zu testen, bevor vergleichsweise aufwendige Untersuchungen an Enzymen
durchgeführt werden.
Eine weitere Verwendung derartiger Verbindungen liegt in der Katalyse. Insbesondere die
cis-Dihydroxylierung, die beim biologischen Abbau von Aromaten von Enzymen in hohen
Selektivitäten katalysiert wird, ist von besonderem Interesse. Auch selektive Epoxidierungen
besitzen ein großes Potential für die Synthese. Hierfür wurden schon viele Bio-inspirierte,
stöchiometrische aber auch katalytische, Oxidationen mit Eisen- und Ruthenium-Komplexen
durchgeführt. Mit chiralen Liganden kann man bei diesen Katalysen dann auch hohe
Enantioselektivitäten erreichen. Meistens kommen dabei Oxidationsmittel wie Wasserstoffperoxid oder tert-Butylhydroperoxid zum Einsatz. Außerdem sind einige Ruthenium- und
Eisen-Komplexe in der Lage, molekularen Sauerstoff zu aktivieren und eine Oxidation
durchzuführen (siehe Kapitel 2.4.3).
3
2. Kenntnisstand
Nach einer Einführung in das Gebiet der eisenhaltigen Enzyme mit facialer 2-His1-Carboxylat-Triade (Kapitel 2.1) und einiger Enzym-Inhibitoren (Kapitel 2.2) werden
bekannte Modell- und andere relevante Komplexe vorgestellt (Kapitel 2.3). Zuletzt wird noch
auf Katalysen und Bio-inspirierte Oxidationen eingegangen (Kapitel 2.4).
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
In den letzten Jahren wurden immer mehr Enzyme mit einer so genannten facialen 2-His1-Carboxylat-Triade im aktiven Zentrum gefunden.[2-6] Hierbei wird der Eisen(II)-Kern von
zwei Histidin-Gruppen und einer Carboxylat-Gruppe (aus Asparagin- oder Glutaminsäure)
koordiniert, und man spricht daher auch von einem NNO-Motiv (siehe Abb. 2). Dieses
Bindungsmotiv ist so charakteristisch, dass es sogar durch Proteinsequenzvergleiche nachweisbar ist.[7] Von vielen dieser Enzyme konnten bereits Strukturdaten erhalten werden. Dazu
gehören auch Strukturen, in denen Substrate oder Co-Faktoren mit enthalten sind und auf
diese Weise wertvolle Hinweise auf den Katalysemechanismus liefern.
Abb. 2: Faciale 2-His-1-Carboxylat-Triade im aktiven Zentrum von
Deacetoxycephalosporin C-Synthase (DAOCS) (PDB-Code: 1RXF)[8]
4
2. Kenntnisstand
Bei den bislang untersuchten Enzymen handelt es sich meist um Oxygenasen. Das sind
Enzyme, die den Einbau von Sauerstoff in ein Substrat katalysieren. Man unterscheidet
zwischen den Monooxygenasen und Dioxygenasen. Erstere fügen nur ein Sauerstoffatom aus
O2 in das Produkt ein und das zweite Atom verbleibt z.B. in einem Molekül H2O. Bei den
Dioxygenasen werden beide Sauerstoffatome in ein Produkt (intramolekulare Dioxygenasen)
bzw. in verschiedene Produkte (intermolekulare Dioxygenasen) eingebaut.[6]
Die Gemeinsamkeit dieser Enzyme ist, dass bei den katalysierten Reaktionen molekularer
Sauerstoff (O2) als Reaktand dient. Die exotherme Reaktion von organischen Substraten mit
O2 ist thermodynamisch zwar günstig, kinetisch jedoch sehr langsam. Molekularer Sauerstoff
liegt als Triplett-3O2 mit zwei ungepaarten Elektronen im HOMO-π*-Orbital vor, womit diese
Reaktion spinverboten ist. Da der Übergang zum energetisch um 92 kJmol–1 höher gelegenen
Singulett-Sauerstoff 1O2 für Oxygenasen nicht möglich ist, bedienen sich diese Enzyme dreier
anderer Strategien der Sauerstoff-Aktivierung:[6]
•
Orbital-Überlappung mit einem Metallion: Die mit ungepaarten Elektronen besetzten
π*-Orbitale des molekularen Sauerstoffs können durch die Koordination an ein Metall mit
dessen d-Orbitalen überlappen, die auch ungepaarte Elektronen enthalten. Diese MetallSauerstoff-Verbindung kann nun mit organischen Singulett-Verbindungen reagieren.[6]
•
Single Electron Transfer (SET): Der Triplett-Sauerstoff 3O2 kann im Grundzustand ein
Elektron vom Fe(II)-Metallzentrum aufnehmen. Das entstehende Superoxid-Anion kann
nun verschiedene Ein- oder Zweielektronen-Reaktionen eingehen.[6]
•
Reaktion mit einem Substratradikal: Die Reaktion von Sauerstoff über einen radikalischen
Mechanismus ist spinerlaubt. Hierzu erfolgt im Enzym ein SET vom Substrat auf das
Metallzentrum, und das so gebildete Substratradikal kann mit molekularem Sauerstoff
reagieren.[6]
Die beiden ersten Varianten findet man bei Fe(II)-haltigen Enzymen. Nach der dritten
Methode arbeiten Fe(III)-haltige Enzyme, die in dieser Arbeit nicht weiter betrachtet werden.
Oxygenasen werden nicht nur nach der Art der Sauerstoff-Aktivierung unterteilt, sondern
auch anhand der katalysierten Reaktion (siehe Tab. 1). Im weiteren Verlauf des Kenntnisstandes werden vor allem die 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzyme im Detail vorgestellt. Auf
die anderen Enzyme wird im Anschluss kurz eingegangen.
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
5
Fe(II)/O2-Aktivierung
2-Oxoglutarat-abhängige Hydroxylierung
NH2
N
N
H
O
CO2
-
z.B. Clavaminat-Synthase (CAS)
+
NH2
O2
2-OG
N
CO2
Succinat
CO2
2-Oxoglutarat-abhängige 4e -Oxidation
N
NH2
CO2O
H
O2
2-OG
CO2, H2O
Succinat
CO2
-
NH3+
NH3+
CO2-
O
O
CO2-
ACCO-Fe(II), CO2
Ascorbat 2 H2O, HCN, CO2
Dehydroascorbat
H
H
H
H
z.B. Phenylalanin-Hydroxylase (PheOH)
NH3+
PAH-Fe(II)
2 H2 O
H2-Pterin
CO2-
HO
z.B. Isopenicillin N-Synthase (IPNS)
H
N
O
NH2
z.B. 1-Aminocyclopropancarboxylat-Oxidase (ACCO)
O2
H4-Pterin
4e--oxidativer Ringschluss
CO2-
CO2O
CO2, H2O
Succinat
Pterin-abhängige Hydroxylierung
+
NH2
N
O2
2-OG
CO2-
NH2
H
N
O
NH2
Ascorbat-abhängige 2e--Oxidation
H3N
O
CAS-Fe(II)
N
O
-
z.B. Clavaminat-Synthase (CAS)
CAS-Fe(II)
O
N
H
O
-
OH
NH2+
OH
CAS-Fe(II)
SH
NH
O2
H
N
H3N+
IPNS-Fe(II)
CO2-
H2 O
O
S
N
O
CO2-
cis-Hydroxylierung
CO2-
z.B. Naphthalin-1,2-Dioxygenase (NDO)
OH
OH
NDO-Fe(II) + Rieske
O2, NADH, H+
Extradiol-Spaltung
NAD+
z.B. Dihydroxybiphenyl-Dioxygenase (BphC)
1,2-DHBD-Fe(II)
O2
O
OH
CO2H
•
H -Abstraktion
z.B. Bleomycin (BLM)
DNA
BLM-Fe(II)
O2
Basen-Propenale
Tab. 1: Einteilung der Fe(II)-Oxygenasen[9]
6
2. Kenntnisstand
2.1.1 Die 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzyme
Die größte Familie unter den Eisen(II)-Enzymen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade stellt
die Gruppe der 2-Oxoglutarat- (α-Ketoglutarat-) abhängigen Eisen(II)-Enzyme dar.[2-6,
10-12]
Die meisten dieser 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzyme sind Hydroxylasen. Bei den von ihnen
katalysierten Reaktionen wird eine inaktive C-H-Bindung hydroxyliert und das Co-Substrat
2-Oxoglutarat oxidativ decarboxyliert, wobei Succinat und CO2 entstehen. Aus dem für die
Katalyse nötigen O2-Molekül wird ein Atom in das Produkt eingebaut, und das zweite findet
man in der neuen Carboxylat-Gruppe des entstehenden Succinats (siehe Abb. 3).[4, 5, 13]
R-H oder
R-Ha, Hb
R-OH oder
R, H2O
Enzym-Fe(II)
+ O2
-
O
O
O
O-
O
O
-
O-
O
+ CO2
O
Abb. 3: Reaktion der 2-Oxoglutarat-abhängigen Fe(II)-Oxygenasen[4]
Andere Enzyme dieser Familie katalysieren oxidative Prozesse wie Zyklisierungen, Ringerweiterungen oder Dehydrierungen. Hierbei findet man nach der Reaktion ein Sauerstoffatom in einem Molekül Wasser wieder und das zweite wiederum im Succinat (vgl. Abb. 3).[5]
Es gibt auch einige 2-Oxoglutarat-abhängige Enzyme, die mehrere Reaktionen katalysieren
(z.B. CAS, siehe Kapitel 2.1.1.2).
Bei allen diesen Enzymen wird das Eisen(II)-Ion über die bereits erwähnte faciale 2-His1-Carboxylat-Triade im aktiven Zentrum gebunden. Die drei anderen freien Koordinationsstellen sind zunächst durch drei Moleküle Wasser in Form eines leicht verzerrten
Oktaeders abgesättigt. In diesem sechsfach koordinierten Oktaeder ist das Fe(II)-Zentrum
relativ unreaktiv gegenüber Sauerstoff. Anhand vieler Proteinkristallstrukturen mit koordinierten Substraten, Substrat-Analoga, Produkten und 2-Oxoglutarat, Succinat sowie NO als
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
7
O2-Analogon konnten einzelne Schritte des Reaktionszyklus gesichert werden. An der TaurinDioxygenase (TauD), dem am besten untersuchten 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzym, konnte
sogar eine Eisen(IV)-Spezies beobachtet werden, welche vermutlich in Form von Fe(IV)=O
die eigentliche reaktive Spezies darstellt (siehe Kapitel 2.1.1.5). Weitere Einblicke in den
Reaktionsmechanismus konnten auch durch kinetische Isotopeneffekte, z.B. durch Deuterierungsexperimente oder 18O-markiertes O2, erhalten werden.[4, 5]
Mit Hilfe all dieser Untersuchungen und durch Vergleich mit verwandten Enzymen wie der
Isopenicillin N-Synthase (IPNS) (siehe Kapitel 2.1.5.1) konnte ein allgemein anerkannter
Reaktionsmechanismus aufgestellt werden (siehe Abb. 4).[4, 5] Das Co-Substrat 2-Oxoglutarat
bindet unter Verdrängung zweier Wassermoleküle als bidentater Ligand über die 2-Oxocarboxylat-Funktionen an das Fe(II)-Zentrum und bildet dabei einen fast planaren Fünfring mit
dem Eisen. Es liegt also weiterhin eine sechsfache Koordination vor, welche relativ unreaktiv
gegenüber O2 ist. Im nächsten Schritt wird das Substrat in der Enzymtasche des aktiven Zentrums in der Nähe des Fe(II)-Zentralmetalls gebunden. Dabei wird das letzte Molekül Wasser
verdrängt, und es bildet sich ein fünffach koordinierter Komplex mit nahezu quadratischpyramidaler Geometrie. An diese freie Koordinationsstelle kann nun Sauerstoff binden.[4, 5] Es
gibt jedoch vereinzelte Hinweise, dass zuerst Sauerstoff und dann das Substrat an das Zentralmetall binden. Des Weiteren ist die Position des koordinierten O2 nicht vollständig geklärt.
Bei den 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen geht man von einer Koordination trans zu einer
der beiden Imidazol-Gruppen aus, bei den verwandten Enzymen IPNS (siehe Kapitel 2.1.5.1)
und 4-HPPD (siehe Kapitel 2.1.2) nimmt man die Geometrie trans zur Carboxylat-Gruppe an.
Es wäre daher denkbar, dass der genaue Mechanismus je nach Enzymfamilie geringe Unterschiede aufweist.[5]
Durch Elektronen-Transfer von Fe(II) zu O2 bildet sich wahrscheinlich ein Superoxid-Anion.
Man nimmt an, dass auf diese Weise O2 aktiviert wird und so die zusätzlich durch das Eisen
aktivierte Keto-Gruppe nukleophil angreifen kann. Man geht davon aus, dass das so
entstehende verbrückende Peroxo-Intermediat sich unter Decarboxylierung des Co-Substrates
2-Oxoglutarat und heterolytischer Spaltung der O-O-Bindung zu Succinat und einer
Fe(IV)=O-Spezies zersetzt. Die Bildung von CO2 ist vermutlich der erste irreversible Schritt
und bis dorthin die Triebkraft der Reaktion.[4, 5] Mittels Mössbauer-Spektroskopie konnte am
Enzym Taurin-Dioxygenase (TauD) (siehe Kapitel 2.1.1.5) eine Eisen(IV)-Spezies detektiert
werden. Die Eisen-Oxo-Verbindung kann nun ein Wasserstoff-Atom vom Substrat abstra-
8
2. Kenntnisstand
hieren und hydroxyliert dann im Falle der Hydroxylasen das Substrat in einem „rebound“
Mechanismus. Alternativ wird ein zweites H-Atom vom Substrat abstrahiert und so neben
Wasser das dehydrierte Produkt gebildet.[4,
5]
Im letzten Schritt verlassen das Produkt,
Succinat und CO2 das Enzym und schließen so den Katalyse-Zyklus. Dieser angenommene
Mechanismus konnte außerdem durch eine Serie von DFT-Rechnungen zusätzlich bestätigt
werden.[14]
Asp/Glu
His
H2 O
+ 2-OG
H2 O
FeII
His
- 2 H2O
H2 O
Asp/Glu
His
Produkt
Succinat
CO2
H2O
FeII
His
O
O
O
CO2-
+ Substrat
- H2O
Substrat
Produkt
O
Asp/Glu
His
FeII
His
OCO O
Asp/Glu
O
His
CO2-
FeII
His
O
O
CO2-
+ O2
Substrat
Asp/Glu
His
Substrat
O
Fe
OCO O
IV
His
O O
O
FeIII
His
O
His
O
Asp/Glu
O
CO2-
CO2-
Abb. 4: Allgemeiner Mechanismus der 2-Oxoglutarat-abhängigen Fe(II)-Oxygenasen[4, 5]
Im Folgenden werden wichtige Vertreter dieser Enzymfamilie im Detail vorgestellt.
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
9
2.1.1.1 Deacetoxycephalosporin C-Synthase (DAOCS)
Neben den Penicillinen bilden die Cephem-Antibiotika eine weitere große Gruppe antibiotischer Substanzen. DAOCS katalysiert hierbei den Schlüsselschritt der Cephem-Biosynthese,
die Ringerweiterung von Penicillin N zu Deacetoxycephalosporin C (siehe Abb. 5).[8, 15-18]
H
N
H3 N +
CO2-
O
S
N
O
Penicillin N
CO2O2 + 2-Oxoglutarat
DAOCS
H2O + Succinat
H
N
H3 N +
CO2-
O
O
Deacetoxycephalosporin C
S
N
weitere
Cephalosporine
CO2-
Abb. 5: Umwandlung von Penicillin N zu Deacetoxycephalosporin durch
Deacetoxycephalosporin C-Synthase DAOCS[8]
Die DAOCS gehört wie auch die Deacetylcephalosporin C-Synthase (DACS) und die Deacetoxy-/Deacetylcephalosporin C-Synthase (DAOC/DACS) zu den 2-Oxoglutarat-abhängigen
Eisen(II)-haltigen Enzymen. DACS katalysiert nach der Ringerweiterung die Hydroxylierung,
während DAOC/DACS sowohl die Ringerweiterung als auch die Hydroxylierung katalysiert.
Untersuchungen mit verschiedenen Co-Substrat-Analoga zeigten, dass DAOCS nur mit
2-Oxoglutarat und 2-Oxoadipat katalytisch wirksam ist. Die DAOCS-Mutante R258Q jedoch
zeigt auch mit z.B. Pyruvat und 2-Oxo-3-methyl-butanoat Aktivität. Von letzterem gibt es
auch Kristallstrukturen mit der Mutante R258Q.[15] Man kann daraus folgern, dass die 2-OxoGruppe der Co-Substrate von entscheidender Bedeutung für den Katalysezyklus ist (siehe
Kapitel 2.1.1, Abb. 4).
10
2. Kenntnisstand
Von der DAOCS gibt es eine Vielzahl von Kristallstrukturen.[8,
15, 18]
Dazu gehören auch
Strukturen mit Succinat und 2-Oxoglutarat (siehe Abb. 6). Hierbei zeigt sich, dass die 2-OxoGruppe trans zur Asparaginsäure steht. Bislang ist keine Struktur eines 2-Oxoglutaratabhängigen Eisen(II)-Enzyms bekannt, bei der die 2-Oxo-Gruppe trans zu einem Histidin
koordiniert.
a)
b)
Abb. 6: Aktives Zentrum der Deacetoxycephalosporin C-Synthase a) mit koordiniertem
2-Oxoglutarat (PDB-Code: 1E5I)[15] und b) gebundenem Succinat (PDB-Code: 1UO9)[18]
2.1.1.2 Clavaminsäure-Synthase (CAS)
Bald nachdem die ersten Antibiotika eingeführt worden waren, entwickelten Bakterien
Resistenzen gegen diese Substanzen. Hierbei katalysieren β-Lactamasen die Hydrolyse des
β-Lactam-Ringes zu biologisch inaktiven Produkten. Versuche, Wirkstoffe zu entwickeln, die
nicht durch β-Lactamasen zerstört werden, führten nur zu geringen Erfolgen. Daher konzentrierten sich die Forschungen auf die Entwicklung selektiver und effizienter β-LactamaseInhibitoren. Der wichtigste Serin-β-Lactamase-Inhibitor ist der Naturstoff Clavulansäure,
welcher irreversibel mit dem Enzym reagiert. Verabreicht man ein Antibiotikum zusammen
mit diesem Inhibitor, dann können Bakterien wieder effektiv bekämpft werden.[19]
Die 2-Oxoglutarat-abhängige Eisen(II)-haltige Clavulansäure-Synthase (CAS) katalysiert drei
Reaktionsschritte in der Clavulansäure-Biosynthese (siehe Abb. 7). Zum ersten hydroxyliert
CAS die Seitenkette. Als zweite Reaktion katalysiert CAS den oxidativen Ringschluss zum
Fünfring. Anschließend entsteht nach Dehydrierung durch CAS die Clavaminsäure.[19-22]
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
11
NH
HOOC
NH
BLS
HN
N
H
CO2H
OH
CAS
O
CO2H
O
O
NH2
O
CO2H
CO2H
O
O
+ NADPH, H+
- NADP+
NH2
N
Reduktase
N
NH2
O
CO2H
H
O
O
N
NH2
CO2H
?
NH2
OH
CAS
N
O
CO2H
PAH
N
H
N
H
O
NH
N
CAS
N
NH2 + ATP
- AMP, PPI
OH
N
O
CO2H
Abb. 7: Biosynthese von Clavulansäure (BLS: β-Lactam-Synthetase,
PAH: Proclavaminat-Amidinohydrolase)[19]
a)
b)
Abb. 8: Aktives Zentrum von Clavaminsäure-Synthase a) mit 2-Oxoglutarat und Proclavaminsäure (PDB-Code: 1DRT)[19] und b) mit an Eisen gebundenem 2-Oxoglutarat und NO
sowie Deoxyguanidinproclavaminsäure-Substrat (PDB-Code: 1GVG)[23]
12
2. Kenntnisstand
Von CAS konnten einige Kristallstrukturen erhalten werden (Abb. 8).[19, 23] Weitere Hinweise
auf die mögliche Funktionsweise des Enzyms erhielt man über Strukturdaten von, mit NO als
Sauerstoffanalogon begasten, Enzym:Substrat-Kristallen (Abb. 8 b)). Hierbei tritt jedoch eine
Umlagerung der Ketocarboxylat-Gruppe des 2-Oxoglutarats, von der Position trans zu
His279 nach His144, auf. Es ist unklar, ob NO daher ein schlechtes Analogon für Sauerstoff
ist, oder ob auch mit Sauerstoff diese Umlagerung stattfindet und im weiteren Verlauf des
Katalysemechanismus eine weitere Umlagerung eintritt.[23]
2.1.1.3 Carbapenem-Synthase (CarC)
Carbapeneme besitzen ein breites Spektrum antibakterieller Aktivität und sind relativ stabil
gegenüber Serin-β-Lactamasen, welche die Hauptursache für Resistenzen gegen Penicilline
und Cephalosporine sind. Die Carbapenem-Biosynthese beginnt mit der Bildung von
Glutamatsemialdehyd aus Prolin oder Glutamat mit Hilfe von CarD oder CarE und endet mit
einer durch CarC katalysierten Dehydrierung (siehe Abb. 9).[24, 25]
CarD,E
Prolin
oder
Glutamat
CarB
CarA
8O
6
5
7
N
1
2
4
3
CO2H
(3S,5S)-Carbapenam
N
O
CO2H
(3S,5R)-Carbapenam
CarC
2-Oxoglutarat + O2
N
O
CO2H
(5R)-Carbapenem
Succinat + CO2 + H2O
Abb. 9: Carbapenem-Biosynthese[24, 25]
2.1.1.4 Asparaginyl-, Lysyl-, Prolin- und Prolyl-Hydroxylasen
Die oxidative Modifizierung von Peptiden oder freien Aminosäuren ist ein gängiger Prozess
in der Biosynthese wichtiger Metaboliten wie z.B. vieler Peptid-Antibiotika. Die in den
Antibiotika Etamycin und Telomycin enthaltenen 4-Hydroxy- bzw. 3-Hydroxy-Prolin-
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
13
Abb. 10: Aktives Zentrum der Carbapenem-Synthase mit an Eisen(II) gebundenem
2-Oxoglutarat und Substratanalogon N-Acetylprolin (PDB-Code: 1NX8)[24]
Gruppen werden mit Hilfe der Enzyme Prolin-4- (P4H) bzw. Prolin-3-Hydroxylase (P3H)
durch Hydroxylierung der Prolin-Ringe gebildet (siehe Abb. 11).[26-30]
OH
Prolin-3-Hydroxylase
N
H
CO2H
2-Oxoglutarat
O2
Succinat
CO2
Prolin-4-Hydroxylase
2-Oxoglutarat
O2
Succinat
CO2
N
H
CO2H
N
H
CO2H
HO
Abb. 11: Durch Prolin-Hydroxylasen katalysierte Reaktionen[26]
Die Prolyl-4-Hydroxylase (P4-H) katalysiert die Hydroxylierung der Prolin-Reste in Collagen
(siehe Abb. 12). Dies ist essentiell für den Erhalt der Collagen-Tripelhelix.[26, 31] Eine weitere
Rolle für die Stabilität der Collagen-Tripelhelix spielt Hydroxylysin. Dieses wird durch
Hydroxylierung der Seitenkette des Lysins durch die 2-Oxoglutarat-abhängige LysylHydroxylase (LH) gebildet (siehe Abb. 12).[12] Das Antioxidans Ascorbinsäure (Vitamin C)
ist für die volle Aktivität der Prolyl-4-Hydroxylase notwendig, da es das Eisen(II)-Ion
14
2. Kenntnisstand
vermutlich vor Oxidation schützt bzw. Eisen(III) gegebenenfalls wieder reduziert. Ascorbinsäure-Mangel verursacht die Krankheit Skorbut, wobei die mangelnde Aktivität der P4-H eine
unvollständige Collagen-Biosynthese zur Folge hat. Dies äußert sich in zu wenigen Quervernetzungen, wodurch die Stabilität des Collagens verringert wird.[26]
HO
R2
N
R
1
Prolyl-4-Hydroxylase
2-Oxoglutarat
O2
O
R2
N
Succinat
CO2
R1
H2N
O
H2N
OH
Lysyl-Hydroxylase
R1
N
H
R2
O
2-Oxoglutarat
O2
Succinat
CO2
R1
N
H
R2
O
Abb. 12: Prolyl- und Lysyl-Hydroxylasen katalysierte Reaktionen[12]
In vielzelligen Organismen ist die Bestimmung des Sauerstoffpegels in den Zellen „Sauerstoff-Sensing“ (siehe Kapitel 2.2.1) und eine entsprechende Reaktion darauf ein essentieller
Vorgang. Bei diesem Vorgang werden unter anderem Aminosäuren durch 2-Oxoglutaratabhängige Nicht-Häm-Eisen(II)-Enzyme hydroxyliert. Beim Menschen wurden drei ProlylHydroxylasen (PHD1-3) und eine Asparagin-Hydroxylase (Faktor Inhibierende HIF (FIH))
identifiziert.[32-39]
2.1.1.5 Taurin-Dioxygenase (TauD) und Alkylsulfatase (AtsK)
In der Umwelt sind organische Sulfonate und Sulfate weit verbreitet. Diese stammen aus
unterschiedlichen Quellen und können bei Schwefelmangel von verschiedenen Bakterien als
Schwefelquelle benutzt werden.[40-42] Je nach Spezies kommen andere Schwefelquellen und
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
15
Enzyme zum Einsatz. Die Taurin-Dioxygenase (TauD) hydroxyliert 2-Aminoethansulfonat
(Taurin) zu 2-Hydroxytaurin. Dieses zerfällt anschließend zu 2-Aminoacetaldehyd und Sulfit
(Abb. 13).[42-47] Das Enzym Alkylsulfatase (AtsK) hydroxyliert Alkylsulfate zu 1-Hydroxyalkylsulfat, welches anschließend zum Aldehyd und Sulfat zerfällt (Abb. 13).[40, 41]
Taurin-Dioxygenase (TauD)
Alkylsulfatase (AtsK)
SO3-
H2 N
2-Oxoglutarat
O2
TauD
SO3-
O
2-Oxoglutarat
O2
AtsK
Succinat
CO2
Succinat
CO2
OH
SO3-
H2 N
O
OH
O
H2 N
SO3-
O
+
+
HSO3-
HSO4-
Abb. 13: Durch TauD und AtsK katalysierte Reaktionen[41, 42]
TauD gehört zu den am besten untersuchten 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen, da diese
auch wegen der großen Ähnlichkeit zur 2,4-Dichlorphenoxyessigsäure-Dioxygenase (TfdA)
(siehe Kapitel 2.1.1.6) von besonderem Interesse ist.[42-52] In den letzten fünf Jahren wurden
einige Proteinkristallstrukturen erhalten (siehe Abb. 15)[43, 45] und mit Hilfe der UV-Spektroskopie umfangreiche kinetische Untersuchungen durchgeführt.[42, 48] So konnte die Reaktion
des lilafarbenen 2-OG:Fe(II):TauD-Komplexes mit Sauerstoff UV- und EPR-spektroskopisch
untersucht werden.[44, 48] Darüber hinaus konnte mittels der Mössbauer-[46, 48] und der EXAFSSpektroskopie[48, 53] ein formales Eisen(IV)-Zentrum beobachtet werden. Zusammen mit der
Beobachtung einer Wasserstoffabstraktion am Taurin[48, 49, 54] konnte schlussendlich ein analytisch sehr gut abgesicherter Mechanismus aufgestellt werden (Abb. 14).[47, 48]
16
2. Kenntnisstand
+
-
H2O
H2O
H2O
FeII
His
-
O2C
+ 2-OG
His
O2C
+ Taurin
Asp
O
H2O
FeII
O
His
O
SO3-
His
O
Asp
FeII
O
His
O
+ 3 H2O
- Produkt
H3N
+
-
-
O2C
O FeII
His
O
+
His
O FeIII
O
His
O
O
Asp
Asp
O
+
FeIII
SO3-
-
O2C
O
His
Asp
O FeIV
CO2
O
+
H3N
His
-
O 2C
SO3His
Asp
O
H3N
O
O
-
CO2
-
H3N
OH
O2C
SO3-
HO
O2C
His
+ O2
+
CO2
H3N
His
SO3His
Asp
H3N
SO3O- OO
His
FeIV
O
Asp
His
Abb. 14: Allgemein angenommener Mechanismus für das Enzym TauD[47, 48]
a)
b)
Abb. 15: Aktives Zentrum von a) TauD mit Substrat Taurin und 2-Oxoglutarat (PDB-Code:
1GQW)[43] und b) Alkylsulfatase mit Substrat (2R)-2-Ethyl-1-hexansulfonsäure und 2-Oxoglutarat (PDB-Code: 1OIK)[55]
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
17
2.1.1.6 2,4-Dichlorphenoxyessigsäure-Dioxygenase (TfdA)
Der Bioabbau des Herbizids 2,4-Dichlorphenoxyessigsäure wird durch die 2,4-Dichlorphenoxyessigsäure-Dioxygenase (TfdA) eingeleitet (siehe Abb. 16). TfdA ist in der Lage,
andere, der 2,4-Dichlorphenoxyessigsäure ähnliche, Substrate umzusetzen.[56-58] TfdA weist in
der Proteinsequenz und im Reaktionsmechanismus große Ähnlichkeit mit TauD und AtsK auf
(vgl. Kapitel 2.1.1.5).[41-43, 57]
O
OH
O
CO2Cl
Cl
O
TfdA
2-Oxoglutarat
O2
CO2-
OH
Cl
Succinat
CO2
Cl
CO2Cl
Cl
Abb. 16: Bioabbau von 2,4-Dichlorphenoxyessigsäure[56-58]
2.1.1.7 Weitere 2-Oxoglutarat-abhängige Enzyme
Neben den bereits ausführlich diskutierten Enzymen gibt es noch viele weitere 2-Oxoglutaratabhängige Enzyme. Diese werden im Folgenden kurz vorgestellt.
Flavonoide sind typische Pflanzenfarbstoffe, die seit langem bekannte, biomedizinische
Eigenschaften besitzen. In der Biosynthese erfolgt die Bildung dieser Substanzen zum Teil
durch eisenhaltige nicht-Häm-artige 2-Oxoglutarat-anhängige Enzyme. Dazu gehören die
Enzyme Flavon-Synthase I (FNS I)[59], Flavanon-3β-Hydroxylase (F3βOH)[60] und FlavanolSynthase (FLS)[61, 62] sowie die Anthocyanidin-Synthase (ANS).[63-65]
Beim Abbau von Chlorophyll entsteht Phytansäure, die im menschlichen Organismus durch
das Enzym Phytanoyl-Coenzym A-2-Hydroxylase (PAHX) zu 2-Hydroxyphytanoyl-CoA
18
2. Kenntnisstand
hydroxyliert wird.[66] Mutationen an der PAHX sind in 45% der Fälle für die RefsumKrankheit verantwortlich.[66-69] Diese Mutationen haben zur Folge, dass 2-Oxoglutarat nicht
mehr als Co-Substrat wirken kann. Untersuchungen mit einer Reihe von 2-Oxosäuren zeigten,
dass die Mutante R275Q mit 2-Oxovaleriansäure und die Mutante R275W mit 2-Oxo-5-thiahexansäure als Co-Substrat hohe Aktivität zeigen. Da diese beiden 2-Oxosäuren aus Valin
bzw. Methionin gebildet werden, wäre eine an diesen Aminosäuren reiche Diät eine denkbare
Therapie.[66]
AlkB ist ein besonderes 2-Oxoglutarat-abhängiges Enzym, welches in der Lage ist, durch
Methylierung beschädigte DNA zu reparieren.[70-77] Dieses Enzym konnte auch beim
Menschen gefunden werden
[71, 75]
und es gibt Hinweise, dass AlkB des Bakteriums
Escherichia Coli in der Lage ist, RNA-Schäden zu beheben.[78] AlkB wird ebenfalls durch
den Inhibitor N-Oxalylglycin inhibiert (siehe Kapitel 2.2.1).[74]
2.1.2 4-Hydroxyphenylpyruvat-Dioxygenase (4-HPPD)
4-Hydroxyphenylpyruvat ist eine Zwischenstufe im Metabolismus von Phenylalanin und
Tyrosin (siehe auch Kapitel 2.1.5.2 und 2.2.2) und wird durch die 4-HydroxyphenylpyruvatDioxygenase (4-HPPD) zu Homogentisat abgebaut.[79-81] Der Katalysemechanismus von
4-HPPD ähnelt dem von 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen (vgl. Kapitel 2.1.1). Jedoch
benötigt 4-HPPD kein 2-Oxoglutarat als Co-Substrat. Das Substrat 4-Hydroxyphenylpyruvat
ist gleichzeitig das Co-Substrat. Analog zu den 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen reagiert
die 2-Oxo-Gruppe des 4-Hydroyphenylpyruvats mit Sauerstoff unter Bildung eines
Carboxylates, CO2 und einer Fe(IV)-Oxo-Spezies (siehe Abb. 17). Diese hydroxyliert den
aromatischen Ring, und nach einem 1,2-Alkyl-Shift entsteht das Homogentisat (vgl. mit
Kapitel 2.1.3).[2, 6, 79, 82]
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
Glu
His
H2O
FeII
His
H2O
+ 4-HPP
H2O
- H2O
Glu
His
19
O
O
FeII
OH
His O
+ O2
- Homogentisat
HO
Glu
His
Fe
II
His
OH
O
Glu
His
O
O
FeIII
His
O
O
O
OH
O
- CO2
1,2-Alkyl-Shift
OH
Glu
His
O
FeII
His
OH
Glu
O
His
O
FeIV
His
O
O
O
Abb. 17: Postulierter Mechanismus für 4-HPPD[2, 6, 79, 82]
2.1.3 Gentisat-1,2-Dioxygenase (GO) und Homogentisat-1,2-Dioxygenase
(HGO)
Das beim Abbau von Phenylalanin entstehende Homogentisat (vgl. Kapitel 2.1.5.2, und 2.1.3)
wird durch die Homogentisat-1,2-Dioxygenase (HGO) weiter metabolisiert. Die Erbkrankheit
Alkaptonurie (AKU) wird durch einen Mangel an Homogentisat-1,2-Dioxygenase verursacht.
Die HGO-katalysierte aromatische Ringspaltung ist der durch die Gentisat-1,2-Dioxygenase
(GO) katalysierten Reaktion sehr ähnlich (siehe Abb. 18).[83-85]
20
2. Kenntnisstand
CO2H
CO2H
GO
OH
HO
O
CO2H
HO
CO2H
CO2H
HGO
OH
HO
O
CO2H
HO
Abb. 18: Spaltung des aromatischen Ringes von Gentisat und Homogentisat[83, 84]
2.1.4 1-Amino-1-cyclopropancarboxylat-Oxidase (ACCO)
Der letzte Schritt in der Biosynthese des den Reifeprozess steuernden Pflanzenhormons
Ethylen wird durch das Enzym 1-Amino-1-cyclopropancarboxylat-Oxidase (ACCO) katalysiert (siehe Abb. 19).[5, 86]
CO2NH3+
1-Aminocyclopropancarboxylat (ACC)
H
H
+
OH
OH
HO
H
ACC-Oxidase
+
O
H
O
OH
Ascorbat
OH
O2
O
O
OH
O
O
Dehydroascorbat
+ HCN
+ CO2
+ 2 H 2O
Abb. 19: Synthese von Ethylen aus 1-Aminocyclopropancarboxylat (ACC)[86]
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
21
Das Enzym benötigt Ascorbinsäure als Co-Substrat und CO2 für eine zusätzliche Aktivierung
der Katalyse. Die Funktionsweise dieser Katalyse ist allerdings noch nicht endgültig geklärt,
und es werden mehrere Mechanismen postuliert. Der aktuellste diskutierte Weg ist in Abb. 20
dargestellt. In anderen Varianten geht man z.B. davon aus, dass das 1-Aminocyclopropancarboxylat nicht an das Eisen-Zentrum bindet .[86-92]
e(Ascorbat)
His
His
Asp
OH
FeIII
His
-
OH
OH2
O
O
O
Arg245
OH
-
ACC + O2
OH
Asp
His
OH2
FeII
O
His
O
His
H2C
H+
Asp
FeIII
O
N
O H2
O- H
O
CH2
CO2, HCN
-
O
O
O
His
His
Asp
FeIV
e(ACCO oder
Ascorbat)
O
N
O H
OH
O
His
-
O
O
His
H2 O
+
H
Asp
FeIII
O
O
O
NH
H
H O-
O
O
Abb. 20: Ein postulierter Mechanismus der 1-Aminocyclopropancarboxylat-Oxidase[92]
22
2. Kenntnisstand
2.1.5 Weitere Enzyme mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
Es gibt noch eine ganze Reihe weiterer eisenhaltiger Enzyme mit facialer 2-His-1-CarboxylatTriade im aktiven Zentrum.[3-6] Im Folgenden werden diese Enzyme kurz vorgestellt. Anhand
der Proteinsequenzen vermutet man außerdem bei vielen weiteren Enzymen, dass sie ebenfalls dieses Bindungsmotiv besitzen und manche von ihnen zudem 2-Oxoglutarat-abhängig
sind. So fand man im Arabidopsis Genom 64 Sequenzen, die große Gemeinsamkeiten zu
2-Oxoglutarat-abhängigen Dioxygenasen aufweisen.[12]
2.1.5.1 Isopenicillin N-Synthase (IPNS)
Die Isopenicillin N-Synthase (IPNS) wurde als erste der eisenhaltigen Enzyme mit facialer
2-His-1-Carboxylat-Triade im aktiven Zentrum sehr genau untersucht.[7, 93-105] Sie katalysiert
in der Biosynthese von Penicillin den Schlüsselschritt, die oxidative doppelte Zyklisierung
des Substrates δ-(L-α-Aminoadipoyl)-L-Cysteinyl-D-Valin (ACV) mit O2 zu Isopenicillin N
(siehe Abb. 21). Die Isopenicillin N-Synthase zeigt große Ähnlichkeit in der Proteinsequenz
zu den 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen (siehe Kapitel 2.2.1), benötigt im Gegensatz zu
diesen aber kein 2-Oxoglutarat als Co-Substrat.[15] Isopenicillin N ist das Grundgerüst für die
meisten gebräuchlichen Penem- und Cephem-Antibiotika. So erhält man nach Epimerisierung
durch eine Epimerase das Penicillin N, welches mit Hilfe der Deacetoxycephalosporin
C-Synthase zu einem Cephalosporin umgewandelt wird (vgl. Kapitel 2.1.1.1).
2.1.5.2 Pterin-abhängige Dioxygenasen
Die in Säugern vorkommenden Hydroxylasen für die aromatischen Aminosäuren
Phenylalanin-Hydroxylase (PheOH), Tyrosin-Hydroxylase (TyrOH) und TryptophanHydroxylase (TrpOH) sind in ihrer Funktion (vgl. Abb. 22) und Struktur nah miteinander
verwandt. [4, 5, 106-111] Die katalytisch aktive Fe(IV)=O-Spezies entsteht aus einer Reaktion von
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
S
H
N
H3N+
CO2-
H
H
O
H
NH
O
δ-(L-α-Aminoadipoyl)L-cysteinyl-D-valin
(ACV)
23
-
O2 C
O2
IPNS
H2O
H
N
H3N+
CO2-
O
Isopenicillin N
S
weitere
Penicilline
N
O
CO2-
Cephalosporine
Abb. 21: Biosynthese von Isopenicillin N[8]
Tetrahydrobiopterin mit Sauerstoff. Das so gebildete Pterin-4a-carbinolamin wird mit Hilfe
zweier Enzyme und NADH wieder zum Tetrahydrobiopterin umgewandelt.[110, 111]
Die PheOH entgiftet den Körper von zu großen Mengen Phenylalanin durch dessen Abbau.
TyrOH und TrpOH hingegen katalysieren geschwindigkeitsbestimmende Schritte in der
Biosynthese der Neurotransmitter bzw. Hormone Dopamin, Noradrenalin, Adrenalin und
Serotonin.[106-108]
Die Erbkrankheit Phenylketonurie (PKU) hat einen Mangel an humaner PhenylalaninHydroxylase (hPheOH) und somit einen erhöhten Phenylalaninspiegel im Blut zur Folge
(siehe auch Kapitel 2.2.2). Das Phenylalanin wird dann über den sonst unbedeutenden Weg
der Transaminierung in Phenylpyruvat umgewandelt und mit dem Urin ausgeschieden. Die
Phenylketonurie verursacht innerhalb kurzer Zeit schwere geistige Schäden und muss daher
gleich nach der Geburt erkannt und z.B. durch eine Phenylalanin-arme Diät behandelt werden.
Erbliche Defekte in der humanen Tyrosin-Hydroxylase (hTyrOH) sind für die ParkinsonKrankheit mitverantwortlich.[106]
24
2. Kenntnisstand
-
-
O 2C
PheOH
O2 C
NH3+
-
NH3+
-
O 2C
TyrOH
NH3+
OH
O2 C
OH
NH3+
OH
OH
OH
-
TrpOH
O 2C
NH3+
-
O2 C
NH3+
NH
NH
Abb. 22: Enzymatische Hydroxylierung von aromatischen Aminosäuren durch PhenylalaninHydroxylase (PheOH), Tyrosin-Hydroxylase (TyrOH) und Tryptophan-Hydroxylase
(TrpOH)[110]
2.1.5.3 (S)-2-Hydroxypropylphosphonsäure-Epoxidase (HppE)
(S)-2-Hydroxypropanylphosphonsäure-Epoxidase (HppE) katalysiert in einer NADH-abhängigen Reaktion den letzten Schritt in der Biosynthese des klinisch wichtigen Antibiotikums
Fosfomycin (siehe Abb. 23).[112-115]
Me
H
HppE
Reduktase
OH
PO32-
NADH
O2
NAD+
H2O
Me
O
H
PO32H
Abb. 23: Biosynthese von Fosfomycin durch HppE[112]
Untersuchungen haben gezeigt, dass die Sauerstoffatome nicht im Produkt gefunden werden
und der Epoxidsauerstoff im Produkt somit aus der Hydroxyl-Gruppe des Substrates stammt.
Daher handelt es sich bei dieser Epoxidierung um eine Dehydrierung und nicht um eine
2.1 Eisen-Oxygenasen mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade
25
Oxidationsreaktion.[112, 115] Bei Epoxidierungsreaktionen, wie sie z.B. von Cytochrom P450Enzymen katalysiert werden, wird ein Sauerstoffatom aus O2 in das Epoxid-Produkt
eingebaut.[113]
Abb. 24: Aktives Zentrum von HppE mit koordiniertem Substrat (PDB-Code: 1ZZ8)[113]
2.1.5.4 Rieske-Aren- und Extradiol-spaltende Catechol-Dioxygenasen
Rieske-Aren-Dioxygenasen katalysieren die cis-Dihydroxylierung eines aromatischen Ringes.
Zu dieser Klasse gehören u. a. die Carbazol-1,9a-Dioxygenase (CARDO)[116], die Naphthalin1,2-Dioxygenase (NDO)[117-122] und die Nitrobenzol-1,2-Dioxygenase (NBDO)[123,
124]
, die
Toluol-Dioxygenase (TDO)[125] und die Nitrotoluol- und Dinitrotoluol-Dioxygenasen (NTDO
und DNTDO)[122, 126]. Extradiol-spaltende Catechol-Dioxygenasen[2-4] sind in der Lage Catechole zu spalten. Beispiele für derartige Enzyme sind die 2,3-Dihydroxybiphenyl-1,2-Dioxygenase (BphC)[127-129], die 2,3-Dihydroxyphenylpropionsäure-1,2-Dioxygenase (MhpB)[130]
und die Catechol-2,3-Dioxygenase (2,3-CTD)[131-133] sowie die Protocatechuat-4,5-Dioxygenase (4,5-PCD).[134]
Da die Rieske-Aren-Dioxygenasen und Extradiol-spaltenden Catechol-Dioxygenasen aromatische Verbindungen wie Benzolderivate, polychlorierte Biphenyle und andere Umweltgifte
abbauen können, sind sie von besonderem Interesse und werden intensiv erforscht. Man
erhofft sich eine Anwendung in der Umwelttechnik beim Abbau polychlorierter Biphenyle,
Nitroaromaten oder auch von Dioxinen.[6, 135]
26
2. Kenntnisstand
2.2 Enzym-Inhibitoren
2.2.1 N-Oxalylglycin, ein 2-Oxoglutarat-analoger Inhibitor
Wie bereits beschrieben, ist die Prolyl-4-Hydroxylase (P4-H) entscheidend am CollagenAufbau beteiligt (siehe Kapitel 2.1.1.4). Eine Überproduktion von Collagen wird mit fibrotischen Krankheiten wie Leberzirrhose oder rheumatischer Arthritis in Verbindung gebracht.
Daher ist die Prolyl-4-Hydroxylase als therapeutischer Ansatzpunkt von Interesse.[26, 136, 137]
Eine Variante ist die Verwendung einer 2-Oxoglutarat-analogen Substanz. Diese muss also
die bidentate Koordination über die 2-Oxo-Carboxylat-Gruppe des 2-Oxoglutarats nachbilden
können, darf aber nicht mit Sauerstoff oxidativ decarboxyliert werden. Eine derartige Verbindung ist das N-Oxalylglycin (siehe Abb. 25), da die dort enthaltene Amid-Gruppe gegen den
Angriff von Sauerstoff stabil sein sollte.[136, 137]
HO2C
O
H
N
OH
O
HO2C
N
H
N
O
OH
Abb. 25: N-Oxalylglycin und davon abgeleiteter Inhibitor[137]
Das Enzym FIH hydroxyliert ebenfalls Aminosäuren (siehe Kapitel 2.1.1.4) und ist bei der
Erkennung des Sauerstoffpegels in Zellen beteiligt. Die Antwortreaktion wird durch den
Transkriptionsfaktor „Hypoxia-Inducible-Factor“ HIF vermittelt (siehe Abb. 26). In diesem
„Sauerstoff-Sensing“-System spielen neben der HIF, einer Asparagin-Hydroxylase, auch
Prolyl-Hydroxylasen eine Rolle.[32-39]
Da diese Enzyme von N-Oxalylglycin inhibiert werden, wird eine medizinische Anwendung
in Erwägung gezogen. So sind FIH-Inhibitoren von besonderem Interesse, um z.B. bei der
Tumor-Therapie in das „Sauerstoff-Sensing“-System eingreifen zu können.[32-36]
2.2 Enzym-Inhibitoren
27
p300
HIF-α-OH
Zerstörung
keine
Transkription
HRE
FIH + O2
VHL Ubiquitin
Ligase Komplex
PHD + O2
HIF α
O2-Mangel
HIF-α-OH
HIF β
p300
HIF α
Transkription
HRE
Abb. 26: „Sauerstoff-Sensing“-System[32]
Es konnten verschiedene Proteinkristallstrukturen von FIH erhalten werden. So liegt neben
der Struktur mit gebundenem 2-Oxoglutarat (siehe Abb. 27 a)) die analoge Struktur mit dem
Inhibitor N-Oxalylglycin vor (vgl. Abb. 27 b)).
a)
b)
Abb. 27: Aktives Zentrum der humanen Factor Inhibiting HIF (FIH) a) mit 2-Oxoglutarat
(PDB-Code: 1MZF)[138] und b) mit an Eisen(II) gebundenem
N-Oxalylglycin Inhibitor (PDB-Code: 1H2K)[33]
N-Oxalylglycin ist außerdem ein Inhibitor für das Enzym AlkB (vgl. Kapitel 2.1.1.7). Noch
ist nicht geklärt, ob die DNA-Reparatur die Wirkung von Alkylierungsreagenzien bei der
Chemotherapie herabsetzt. Möglicherweise könnte man in diesem Fall mit AlkB-Inhibitoren
den therapeutischen Effekt von alkylierenden Antikrebsmitteln erhöhen.[74, 76]
28
2. Kenntnisstand
2.2.2 Inhibition der 4-HPPD durch Triketon-Typ-Inhibitoren
4-Hydroxyphenylpyruvat ist eine Zwischenstufe im Metabolismus (siehe Abb. 28) von
Phenylalanin und Tyrosin (vgl. auch Kapitel 2.1.5.2) und wird wie bereits beschrieben durch
die 4-Hydroxyphenylpyruvat-Dioxygenase (4-HPPD) zu Homogentisat umgewandelt (siehe
Kapitel 2.1.2).[79-81]
NH3+
NH3+
PheOH
CO2-
O
CO2HO
4-Hydroxyphenylpyruvat
CO2-
HO
Phenylalanin
Tyrosin
4-HPPD
OH
CO2-
HO
Homogentisat
HGO
-
CO2-
O2 C
Fumarat
O
FAH
O
-
CO2-
CO2-
O
O
O
CO2-
O2 C
CO2-
Fumarylacetoacetat
Maleylacetoacetat
Acetoacetat
Abb. 28: Metabolismus von Phenylalanin und Tyrosin[79, 80, 139]
Auf
Störungen
im
Abbauweg
von
Phenylalanin
und
Tyrosin
sind
einige
Stoffwechselerkrankungen zurückzuführen. So leiden Patienten, die Phenylalanin nicht
hydroxylieren können, an Phenylketonurie (PKU) (vgl. Kapitel 2.1.5.2). Diese erbliche
Krankheit ist so schwerwiegend, dass Neugeborene unmittelbar nach der Geburt auf PKU
untersucht werden.[139] Defekte in 4-HPPD verursachen die erbliche Tyrosinämie und
möglicherweise auch Hawkinsinurie.[12] Alkaptonurie ist die Folge eines Mangels an
2.2 Enzym-Inhibitoren
29
Homogentisat-Dioxygenase. Diese vererbte Krankheit verläuft außer einer Arthritis im Alter
ohne Krankheitssymptome. Da sich jedoch Homogentisat anreichert und mit dem Urin
ausgeschieden wird, färbt der Urin sich infolge einer schnellen Luftoxidation dunkel.[139] Die
Erbkrankheit Tyrosinämie Typ 1 bewirkt einen Mangel an Fumarylacetoacetase und hat
schon bei Säuglingen Leberschäden zur Folge.[140] Diese Krankheit sowie Alkaptonurie kann
mit Triketon-Inhibitoren wie 2-(2-Nitro-4-fluoromethylbenzoyl)-1,3-cyclohexandion (NTBC,
„Nitisinon“, Orfadin®) (siehe Abb. 29) erfolgreich behandelt werden. Hierbei wird das Enzym
4-HPPD inhibiert und so eine Anreicherung von 4-Fumarylacetoacetat bzw. Homogentisat
verhindert.[12, 79, 140-142]
a)
b)
O
O
O
NO2
O
F3C
O
O
O
Leptospermon
NTBC
d)
c)
NO2
O
O
OH
Cl
O
O
O
S
O
O
S
O
O
Mesotrion
Sulcotrion
Abb. 29: Verschiedene Inhibitoren für 4-HPPD: a) Leptospermon, b) 2-(2-Nitro-4-fluoromethylbenzoyl)-cyclohexan-1,3-dion (NTBC) „Nitisinon“ Orfadin®, c) 2-(2-Nitro-4-methansulfonylbenzoyl)-cyclohexan-1,3-dion (NMBC) „Mesotrion“ Callisto® und d) 2-(2-Chloro4-methansulfonylbenzoyl)-cyclohexan-1,3-dion (CMBC) „Sulcotrion“.
Pflanzen benötigen das durch 4-HPPD gebildete Homogentisat zur Bildung von Tocopherolen
und Plastochinonen sowie Chinon-Redox-Co-Faktoren. Diese Substanzen sind z.B. für die
Photosynthese nötige Elektronen-Carrier.[79, 80] Triketon-Alkaloide wie Leptospermon (siehe
Abb. 29 a)) inhibieren 4-HPPD und verhindern so das Wachstum von benachbarten
Pflanzen.[80] Diese Substanzen wurden bereits 1968 in einer großen Zahl australischer
Pflanzen gefunden und man nahm an, dass diese Triketone eine biologische Bedeutung haben
30
2. Kenntnisstand
könnten.[143] 1977 stellten Wissenschaftler fest, dass unter der Kalifornischen Zylinderputzerpflanze (Callistemon Citrinus) kaum Unkräuter wachsen. In dieser Pflanze konnte
ebenfalls Leptospermon gefunden werden.[144, 145] 4-HPPD-Inhibitoren wie NTBC, Mesotrion
(Callisto®) und Sulcotrion (siehe Abb. 29 b-d)) wurden nun ausgehend vom „Bio-Herbizid“
Leptospermon entwickelt und werden z.B. beim Maisanbau erfolgreich eingesetzt.[142, 144-148]
Untersuchungen zur Toxikologie von NTBC an Ratten führten zu dem Ergebnis, dass NTBC
ein wirksamer Inhibitor für die humane 4-HPPD ist. Daraufhin durchgeführte Versuche an
erkrankten Kindern waren erfolgreich.[140]
Abb. 30: Aktives Zentrum der 4-HPPD von Streptomyces Avermitilis mit
koordiniertem NTBC Inhibitor (PDB-Code: 1T47)[80]
Es konnten diverse Proteinkristallstrukturen von HPPD, auch mit koordinierten Inhibitoren,
erhalten werden. So zeigt eine Struktur die Koordination des NTBC-Inhibitors über eine
Keto-Gruppe des Cyclohexandions und die Benzoyl-Keto-Gruppe an das Eisen(II) (siehe
Abb. 30).[80] Die freie Keto-Gruppe hat keinen Kontakt zu Aminosäuren des aktiven
Zentrums. Dies ist konsistent mit der starken Inhibition durch strukturell verwandte DiketonInhibitoren.[80, 149]
2.3 Modell- und andere Komplexe
31
2.3 Modell- und andere Komplexe
2.3.1 Liganden in der Koordinationschemie
2.3.1.1 Cp und Cp*
Cyclopentadienyl (Cp) ist schon seit langem als Ligand in der Komplexchemie bekannt.
Pentamethylsubstituiertes Cyclopentadienyl (Cp*) bietet eine elektronenreichere Variante. In
der Ruthenium-Chemie wird häufig [CpRu(PPh3)2Cl] verwendet, welches in einer einstufigen
Reaktion von RuCl3·3H2O mit Cyclopentadien und Phosphanen erhalten wird.[150]
PF6
PPh3
Ru R
PPh3
H
Ru C C
R
PPh3
PPh3
HC
PPh3
Ru SCH2R
PPh3
CR
HC CR
Base
RMgX
[NH4]PF6
HSCH2R
PPh3
Ru Cl
TlOAc
PPh3
PPh3
[Ph3C]PF6
PPh3
Ru S=CHR
PPh3
Ru O
PPh3
O
SO2 CO
1. HCl
2. NaNO2
3. NH4PF6
Cl
PF6
PPh3
PPh3
Ru C CR
PPh3
Ru SO2
PPh3
PF6
PPh3
Ru Cl
PPh3
Ru Cl
CO
NO
Abb. 31: Synthesepotential von [CpRu(PPh3)2Cl]
32
2. Kenntnisstand
In einer anderen Synthese setzt man Cyclopentadienylthallium mit [RuCl2(PPh3)3] um[151], das
aus RuCl3·3H2O und Triphenylphosphan erhalten werden kann.[152] Ausgehend von
[CpRuCl(PPh3)2] eröffnet sich ein weites Feld der Komplex-Chemie. So können
Verbindungen wie z.B. Alkyl-[153-155], Acetylid-[155-157], Vinyliden-[155-161], Carben-[155,
Halogen-[151,
158]
,
162]
, Cyano- und Isonitril-[163], Isocyanat- und Isothiocyanat-[162], Xantho-
genat-[162] und Hydrido-[151, 154, 162, 164] Komplexe und viele weitere mehr synthetisiert werden
(vgl. Abb. 31).[164-167] Mit einem Cp-Thiolato-Ruthenium-Komplex konnte sogar ein EnzymModell erhalten werden (siehe Kapitel 2.3.2.3).
2.3.1.2 Trispyrazolylborate (Tp)
S. Trofimenko führte durch die Synthese von Hydrotris(pyrazol-1-yl)boraten [HB(pz)3]- eine
neue Ligandenklasse in die Koordinationschemie ein.[168-171] Im Laufe der Zeit wurde eine
große Anzahl an Variationen entwickelt. So kann z.B. durch sterisch anspruchsvolle Reste an
Position drei der Pyrazol-Gruppen die Mehrfachkoordination am Metall vermieden und mit
Substituenten an Position fünf die Hydrolyse der B-H-Bindung verhindert werden.[172,
173]
Aufgrund der Struktur spricht man auch von einem tripodalen Liganden (Tripod = Dreibein)
mit einem facialen NNN-Motiv. Hydrotrispyrazolylborato-Liganden lassen sich analog zu
Cp-Liganden mit einer Vielzahl von Metallen zu Komplexen umsetzen.[172-174] Durch
Reaktion von [RuCl2(PPh3)3] mit K[HB(pz)3] erhält man den entsprechenden Tp-RutheniumKomplex (siehe Abb. 32).[175]
H
B
[RuCl2(PPh3)3] + K[HB(pz)3]
N
N
N
N
N
N
Ph3P
Ru
Cl PPh3
Abb. 32: Synthese eines Tp-Ruthenium-Komplexes analog zu Cp
2.3 Modell- und andere Komplexe
33
Mittlerweile fand der Tp-Ligand eine breite Anwendung als Ersatz bzw. als Ergänzung zu den
bereits länger verwendeten Cp/Cp*-Liganden in der Komplexchemie,[176] insbesondere der
Ruthenium-Chemie (vgl. mit Abb. 31, Kapitel 2.3.1.1). Von praktisch allen Metallen wurden
so die Tp-Komplexe erhalten.[172-175, 177-180]
Da Pyrazol dem Imidazol recht ähnlich ist, werden Tp-Liganden und speziell modifizierte
Varianten schon seit längerem für Modelle eisen- und zinkhaltiger Enzyme verwendet.[181-184]
2.3.1.3 Liganden für Enzym-Modelle
Die Zahl der Modell-Komplexe für eisenhaltige Enzyme mit facialer 2-His-1-CarboxylatTriade und die hierfür verwendeten Liganden ist in den letzten Jahren stetig angewachsen.
Besonders häufig werden Hydrotrispyrazolylborat (Tp), Tris(2-pyridylmethyl)amin (TPA)
und davon abgeleitete Liganden verwendet, um die aktiven Zentren der Nicht-Häm-EisenEnzyme nachzuahmen. Der größte Teil dieser Liganden weist ein, durch Amin-Gruppen oder
N-Heterozyklen gebildetes, faciales NNN-Motiv auf. Abb. 33 zeigt eine kleine Auswahl der
gebräuchlichen Modell-Liganden.[5]
2.3.1.4 Modell-Komplexe mit Bispyrazolylacetato-Liganden
Die oben besprochenen Modell-Komplex-Liganden haben den Nachteil, dass die verwendeten
Liganden das NNO-Motiv der Enzyme nicht exakt nachahmen. Es gibt Variationen der
Liganden mit einem NNO-Motiv, jedoch erfolgt bei diesen die Sauerstoff-Metall-Bindung
nicht über eine Carboxylat-Gruppe, sondern z.B. über eine Borsäureester-Gruppe, indem eine
Pyrazol-Gruppe eines Tp-Liganden durch eine Alkoxy-Gruppe ersetzt wurde,[182] oder über
eine Alkoholat-Gruppe in Bispyrazolylmethan-Liganden[185-187] (siehe Abb. 34).
34
2. Kenntnisstand
H
R5
R5
B
R5
H
R5
C
R5
N
N
N
N
N
N
N
N
N
N
N
N
R3
R3
R3
R3
TpR3R5
N
N
R3
R5
R3
TpmR3R5
N
N
N
N
N
N
N
N
N
N
TPA
5TLA (5-Me3-TPA)
NH HN
N
6TLA (6-Me3-TPA)
N
N
N
N
N
H
N
N
TACN
Me3TACN
BPMEN
Abb. 33: Modell-Liganden für Nicht-Häm-Eisen-Enzyme[5]
N
N
N
N
O
Fe
N
N
N
N
O
Abb. 34: Modell-Komplex mit NNO-Motiv[185]
2.3 Modell- und andere Komplexe
35
Da eine große Zahl an Enzymen eine faciale 2-His-1-Carboxylat-Triade im aktiven Zentrum
besitzt, muss das so genannte NNO-Motiv eine besondere Bedeutung für diese Enzyme
haben. Baldwin et al. konnten von der Isopenicillin N-Synthase (vgl. Kapitel 2.1.5.1) Kristalle
mit Substrat und Substratanaloga erhalten und mit Röntgenbeugungsmethoden untersuchen.
Auf diese Weise konnte die von IPNS katalysierte Reaktion röntgenographisch „verfolgt“
werden. Es zeigte sich, dass während der einzelnen Reaktionsschritte im Bereich des
Substrates starke Veränderungen in der Elektronendichte auftreten. Die faciale 2-His1-Carboxylat-Triade hingegen weist nahezu keine Veränderungen auf.[96, 98, 103, 104] Ein guter
Modell-Ligand sollte dieses Bindungsmotiv daher möglichst genau nachbilden.
Mit den tripodalen Bispyrazolylessigsäure-Liganden konnte das NNO-Motiv der facialen
2-His-1-Carboxylat-Triade erstmals korrekt nachgeahmt werden. Die Sauerstoff-MetallBindung erfolgt hier über eine Carboxylat-Gruppe, und die Imidazolringe der beiden HistidinLiganden des Enzyms werden durch zwei Pyrazolyl-Gruppen nachgebildet. Otero et al.
synthetisierten diese neue Ligandenklasse durch Deprotonierung von Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)methan (bdmpzm) und anschließender Umsetzung mit CO2 zu Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)essigsäure (Hbdmpza) (2) (Abb. 35).[188]
Me
Me
Me
N
N
N
N
Me
1) nBuLi/THF
2) CO2
3) HCl/H2O
CO2H
Me
N
N
N
N
Me
Me
Me
2
Abb. 35: Synthese von Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)essigsäure mittels Carboxylierung[188]
Bei einer einstufigen Methode von Burzlaff et al. erhält man Bispyrazolylessigsäuren direkt
aus Pyrazol und Dibromessigsäure in Gegenwart starker Basen und einem Phasentransferkatalysator (Abb. 36).[189] Auf diesem Weg sind auch unsubstituierte Bispyrazolylessigsäuren
darstellbar, die über die erstgenannte Variante nicht zugänglich sind.[190] Diese Synthese kann
jedoch nur mit dem sterisch anspruchslosen Pyrazol bzw. 3,5-Dimethylpyrazol durchgeführt
werden.
36
2. Kenntnisstand
R
NH
N
+
KOH, K2CO3,
TEBA, THF
Br2HCCO2H
R
CO2H
R
N
N
N
N
R
R
R
R = H (1)
Me (2)
Abb. 36: Darstellung von Bispyrazolylessigsäuren aus Pyrazol und Dibromessigsäure[189, 190]
Mit diesen neuartigen Liganden wurden schon eine große Zahl an Komplexen mit Ruthenium,
Rhenium, Mangan, Kupfer, Niob, Titan und vielen anderen Metallen synthetisiert.[188-201]
Auch gibt es bereits eine Reihe von Modell-Komplexen mit Eisen und Zink.[189, 202-204]
Eine vielseitige Ausgangssubstanz für weitere Synthesen ist analog zur Ruthenium-Cp- und
Tp-Chemie der Chloro-Bistriphenylphosphan-Komplex [(L)RuCl2(PPh3)2] (L = Cp, Tp, bpza,
bdmpza). Die Bispyrazolylacetato-chloro-bis(triphenylphosphan)ruthenium(II)-Komplexe 20
und 21 sind in hohen Ausbeuten durch Umsetzung von [RuCl2(PPh3)3] (19) mit Bispyrazolylessigsäure in Gegenwart einer Base erhältlich (Abb. 37). Ausgehend von RuCl3·3H2O kann
auch ein Bischloro-Monotriphenylphosphan-Ruthenium(III)-Komplex synthetisiert werden
(Abb. 38).[201]
CO2H
R
[RuCl2(PPh3)3]
+
N
N
N
N
R = H (1)
Me (2)
KOtBu
THF
R
R
N
N
R
R
19
R
R
N
O
ON
R
Ru
Ph3P Cl
PPh3
R = H (20)
Me (21)
Abb. 37: Synthese von Bispyrazolylacetato-Ruthenium-Komplexen[201]
2.3 Modell- und andere Komplexe
RuCl3·3H2O
CO2H
Me
N
+
N
3 PPh3
Me
37
Me
Me
Me
EtOH, Δ
N
N
N
N
N
O
Me
Me
ON
Me
Ru
Ph3P Cl
Cl
Abb. 38: Synthese eines Ruthenium(III)-Komplexes[201]
Die bereits von den Cp- und Tp-Liganden bekannte Chemie lässt sich auch auf die
Bispyrazolylacetato-Liganden übertragen (vgl. mit Abb. 31, Kapitel 2.3.1.1). So berichten
2006 Burzlaff und Mitarbeiter von Bispyrazolylacetato-Ruthenium-Carbonyl-, Carben-,
Vinyliden- und Allenyliden-Komplexen.[205] Die Bispyrazolylacetato-chloro-bis(triphenylphosphan)ruthenium(II)-Komplexe könnten aber auch gute Ausgangssubstanzen für ModellKomplexe eisenhaltiger Enzyme darstellen.
O2
N12
N11
N22
O1
N21
Ru1
P2
Cl1
P1
Abb. 39: Kristallstruktur von [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)[201]
38
2. Kenntnisstand
Bei den eben vorgestellten Liganden handelt es sich um achirale Substanzen. Enzyme, deren
aktive Zentren im speziellen, sind jedoch chirale Verbindungen. Für Enzym-Modelle wäre
daher ein chiraler NNO-Ligand besonders interessant. Hierfür wurden bereits einige chirale
Bispyrazolylacetato-Liganden synthetisiert (siehe Abb. 40). Hierzu kann man Edukte aus dem
„Chiral Pool“, z.B. (+)-Campher oder (–)-Menthon, verwenden. Diese kann man zu chiralen
Pyrazolen umsetzen, die dann zu enantiomerenreinen Bispyrazolylessigsäuren führen.[191, 206]
N
N
N
O
ON
Ru
Ph3P PPh3 Cl
N
N
N
O
ON
Ru
Ph3P Cl
PPh3
Abb. 40: Ruthenium-Komplexe mit chiralen Bispyrazolylessigsäuren[191, 206]
2.3 Modell- und andere Komplexe
39
2.3.2 Modell-Komplexe
2.3.2.1 Eisen- und Ruthenium-Modelle für 2-Oxoglutarat-abhängige Enzyme
Als strukturelle Modelle für 2-Oxoglutarat-abhängige Enzyme werden schon seit mehreren
Jahren Phenylglyoxylato-Eisen-Komplexe mit Tp und TPA bzw. davon abgeleiteten Liganden
verwendet (z.B. Abb. 41).[11, 207-217]
a)
b)
Abb. 41: a) [(TptBu,iPr)Fe(O2CC(O)Ph)][209] und b) [(6TLA)Fe(O2CC(O)Ph)][212]
Der
Eisen-Modell-Komplex
[(TpPh2)Fe(O2CC(O)Ph)]
reagiert
mit
Sauerstoff
unter
Hydroxylierung einer Phenyl-Gruppe des Tp-Liganden und Decarboxylierung des
Phenylglyoxylats zu Benzoesäure. Hierbei wird, wie bei den 2-Oxoglutarat-abhängigen
Enzymen, ein Atom des Sauerstoffmoleküls in das entstehende Carboxylat eingebaut. Das
andere Sauerstoffatom findet man im Tp-Liganden in einer Hydroxyl-Gruppe wieder (siehe
Abb. 42). Dieser Komplex ist somit ein funktionelles Modell für 2-Oxoglutarat-abhängige
Eisen(II)-Enzyme.[215, 217]
40
2. Kenntnisstand
H
Ph
B
N N
N
Ph
O
Ph
N
N
N
O2
O
Ph
H
Ph
B
N N
N
- CO2
Ph
Fe
O
Ph
Ph
N
N
Fe
O
N
Ph
O
O
Ph
Abb. 42: Funktionelles Modell für 2-Oxoglutarat-abhängige Enzyme[215]
Komplexe der Art [(L)Fe(O2CC(O)Ph)] (L = TPA, 6TLA) reagieren ebenfalls mit Sauerstoff
unter Decarboxylierung und oxidieren dabei Substrate wie Triphenylphosphan und 2,4-Ditert-butylphenol.[212, 213] Mit [(TpMe2)Fe(O2CC(O)Ph)(MeCN)] kann man an Luft Olefine zum
Epoxid oxidieren. Auch hier entsteht unter Decarboxylierung Benzoesäure, und somit handelt
es sich ebenfalls um ein funktionelles Modell.[207]
Die Reaktivität derartiger Tp-Eisen-Komplexe ist vom sterischen Anspruch des Tp-Liganden
abhängig. So zeigt [(TptBu,iPr)Fe(O2CC(O)Ph)] keinerlei Reaktion mit Sauerstoff und ist somit
nur ein strukturelles Modell. [(TpMe2)Fe(O2CC(O)Ph)] reagiert hingegen innerhalb weniger
Minuten mit Sauerstoff. Ersetzt man die Phenyl-Gruppe des Phenylglyoxylats durch eine isoPropyl- oder Methyl-Gruppe, wird die Reaktionsgeschwindigkeit weiter erhöht.[215]
Für diese Komplexe ist eine blau-violette Farbe, welche durch eine MLCT-Bande bei 530 nm
hervorgerufen wird, typisch. Diese kann auch bei 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen nach
Zugabe von 2-Oxoglutarat beobachtet werden (weitere Details siehe Kapitel 4.2.2).[209, 211-216]
In der Literatur sind einige Ruthenium-Carboxylato-, aber keine 2-Oxocarboxylato-Komplexe
beschrieben. So gelang Chakravarty et al. ausgehend von [CpRu(PPh3)2Cl] durch Reaktion
mit Silbercarbonsäuresalzen die Synthese von κO1-Carboxylato-Komplexen.[218] Werner et al.
erhielten aus [CpRu(PPh3)(η3-2-MeC3H4)] durch Ligandenverdrängung mit Essigsäure einen
κ2O1,O1’-Acetato-Komplex.[219] Die Arbeitsgruppe Grubbs synthetisierte [TpRu(PPh3)(κ2O1,O1’-O2CCHPh2)] ausgehend von [TpRu(PPh3)2Cl] und NaO2CCHPh2.[220] Diese
Komplexe, insbesondere die mit κO1-gebundenem Carboxylato-Liganden, kann man als ein
2.3 Modell- und andere Komplexe
41
Modell für die Eisen-Succinat-Bindung in den 2-Oxoglutarat-abängigen Enzymen betrachten
(siehe Kapitel 2.1.1). Außerdem konnte von der 4-HPPD (vgl. Kapitel 2.1.2) eine Proteinstruktur eines κ2O1,O1’-Acetato:Fe(II):4-HPPD-Komplexes erhalten werden (Abb. 43). Diese
Struktur kann mit den κ2O1,O1’-Carboxylato-Ruthenium-Komplexen verglichen werden.
Abb. 43: Aktives Zentrum der 4-HPPD a) von Pseudomonas Fluorescens
mit gebundenem Acetat (PDB-Code: 1CJX)[81]
2.3.2.2 Ruthenium-Komplexe mit Aminosäuren und Pterin
In dem Enzym 1-Amino-1-cyclopropancarboxylat-Oxidase (ACCO) bindet das Substrat
1-Amino-1-cyclopropancarboxylat vermutlich über die Amin- und die Carboxylat-Gruppe an
das Zentralmetall (siehe Kapitel 2.1.4). Als Modelle kämen daher Komplexe mit Aminosäuren in Frage. Mit der einfachsten Aminosäure Glycin sind einige Ruthenium-Komplexe in
der Literatur beschrieben[221-223] und auch von Alanin sind viele Komplexe bekannt.[223-227]
Röntgenstrukturen zeigen, dass in diesen Verbindungen die Aminosäure über die Carboxylatund die Amin-Gruppe an das Ruthenium bindet (siehe Abb. 44 a)). Des Weiteren sind auch
Ruthenium-Komplexe mit Valin,[227] Threonin,[228] Phenylalanin,[223,
229]
Tyrosin[223] und
Leucin[223] bekannt. Die schwefelhaltige Aminosäure Methionin[230] und das Histidin[231] mit
einer endständigen Imidazol-Gruppe binden über alle drei funktionellen Gruppen an das
Zentralmetall. Eine besondere Verbindung ist der Ruthenium-Komplex [(Histidinato)Ru-
42
2. Kenntnisstand
(PPh3)2Cl] mit einem, analog zu Tp, facial tripodal gebundenem Histidin in Form eines NNOLiganden (siehe Abb. 44 b)).[231]
a)
b)
Abb. 44: Ruthenium-Komplexe mit a) Glycin[222] und b) tripodal gebundenem Histidin[231]
Clarke et al. berichteten 1990 von Ammoniak-Ruthenium-Komplexen mit verschiedenen
koordinierten Pterinen.[232] Als Modell für Pterin-abhängige Enzyme kann man die Komplexe
[(TPA)Ru(dmdmp)]ClO4 und [(5TLA)Ru(dmdmp)]ClO4 betrachten (siehe Abb. 45 a)), auch
wenn derzeit eine direkte Koordination des Pterins (vgl. mit Abb. 45 b)) an das Zentralmetall
im Enzym ausgeschlossen wird (vgl. Kapitel 2.1.5.2).[233]
a)
b)
N
N
N
Ru
N
N
O
N
N
N
N
Abb. 45: a) Pterin-Ruthenium-Komplex[233] und b) aktives Zentrum der Phenylalanin-Hydroxylase mit Tetrahydrobiopterin und Substratanalogon Thienylalanin (PDB-Code: 1KW0)[234]
2.3 Modell- und andere Komplexe
43
2.3.2.3 Isopenicillin N-Synthase-Modelle am Ruthenium
Bislang sind nur wenige strukturelle und funktionelle Eisen-Modelle für die Isopenicillin
N-Synthase bekannt.
[235-237]
Mit einem Ruthenium-Modell-Komplex konnten Schenk et al.
erstmals einen Teilschritt des Katalysezyklus der Isopenicillin N-Synthase biomimetisch
nachbilden (vgl. Kapitel 2.1.5.1). Mit Hilfe von Trityliumhexafluorophosphat entsteht über
Wasserstoff-Abstraktion der Thioaldehyd-Komplex (Abb. 46).[93,
238]
Die Bildung des
Thioaldehyds zeigt bei der IPNS einen großen kinetischen Isotopeneffekt.[93, 97] Die Reaktion
von [CpRu(PPh3)2(SCH2R)] zum entsprechenden Thioaldehyd weist einen ähnlich hohen
kinetischen Isotopeneffekt auf.[93,
239]
Man kann diese Reaktion als metallorganisches
Analogon des Wasserstoff-Abstraktionsschrittes der Penicillin-Biosynthese ansehen.[93]
PF6
Ph3P Ru S
Ph3P
H
H
Ph3P Ru S
Ph3P
[Ph3C]PF6
H
- 78°C
CH2Cl2
- Ph3CH
X
X
[238]
Abb. 46: Hydrid-Abstraktion zum Thioaldehyd
Im Rahmen der dieser Dissertation vorausgegangenen Diplomarbeit konnte mit den
Bispyrazolylacetato-Ruthenium-Komplexen (vgl. Kapitel 2.3.1.4) ein Modell-Komplex für
die IPNS synthetisiert werden. In diesem Modell koordiniert der Thiolato-Ligand wie im
Enzym trans zu einem Stickstoffatom von Imidazol bzw. Pyrazol (siehe Abb. 47).[240]
N
His Asp His
N
Fe
H 2O
N
O
ON
Ru
S-ACV
R = Ph
CH 2Ph
Ph 3P PPh 3 S
R
[102]
Abb. 47: Koordination des Thiolates in IPNS
und [(bpza)Ru(PPh3)2(SCH2R)]
44
2. Kenntnisstand
2.3.2.4 Komplexe mit dem biologisch bedeutsamen Stickstoffmonoxid (NO)
In der Enzym-Analytik wird Stickstoffmonoxid (NO) häufig als Analogon für Sauerstoff (O2)
eingesetzt. Auf diese Weise können Zwischenstufen besser untersucht werden, da mit NO
keine weiteren Reaktionen im Enzym ablaufen. Bei der Isopenicillin N-Synthase (IPNS)
konnte durch Begasung von Proteinkristallen mit NO-Gas der IPNS:Fe(II):ACV:NOKomplex erhalten und vermessen werden.[102] Hiermit konnte die Koordination des Sauerstoff-Moleküls an das Metall-Zentrum trans zur Asparaginsäure Asp216 belegt werden (siehe
Kapitel 2.1.5.1). Proteinkristalle der 2-Oxoglutarat-abhängigen Clavaminat-Synthase (CAS)
konnten nach Begasung mit NO-Gas als CAS:Fe(II):2-OG:Substrat:NO-Komplex untersucht
werden.[23] Hierbei stellte sich heraus, dass eine Umlagerung stattfindet, bei der der 2-Oxoglutarat-Ligand relativ zu den anderen Liganden wie im DAOCS-Fe(II):2-OG-Komplex
bindet und das NO-Molekül trans zu His144 koordiniert (siehe Kapitel 2.1.1.2).
Hierfür konnten Que et al. durch Behandeln eines Phenylglyoxylato-Eisen-Komplexes mit
NO-Gas NO-Modell-Komplexe wie z.B. [(TPA)Fe(O2CC(O)Ph)(NO)]ClO4 (siehe Abb. 48)
erhalten.[208]
Abb. 48: Molekülstruktur des Modell-Komplexes [(TPA)Fe(O2CC(O)Ph)(NO)]ClO4[208]
2.3 Modell- und andere Komplexe
45
NO wurde von Science zum „The Molecul of the Year 1992“ ernannt, da diesem biologischen
Botenstoff vielfältige Bedeutung zukommt wie z.B. bei Säugetieren in der Zellverteidigung
und der Blutdruckregulierung, als Neurotransmitter, der Anti-Tumor- und antibakteriellen
Eigenschaften und weiteren Aufgaben und Eigenschaften.[241] Die Überproduktion von NO
spielt eine Rolle bei vielen Krankheitszuständen wie septischer Schock, rheumatischer
Arthritis, Diabetes, Asthma und Krebs.[242] In diesem Zusammenhang sind bestimmte
Ruthenium-Komplexe als NO-Scavenger[242] oder antiseptisch wirksame Substanzen von
Interesse.[243,
244]
Außerdem könnten NO-Ruthenium-Komplexe, meist in der Form
{RuII(NO+)}3+, als Anti-Tumor-Medikamente angewendet werden, die NO in der Zelle
freisetzen.[243,
244]
Sie könnten auch als vasodilatorische (gefäßerweiternde) Substanzen zur
Blutdruckkontrolle[243, 244] oder bei der Bereitstellung von NO einsetzbar sein.[245]
Abb. 49: Kristallstruktur von [CpRu(PPh3)Cl(NO)]PF6[246]
Ruthenium-Nitrosyl-Komplexe wie [(η5-C5Me5)Ru(dppe)(NO)](PF6)2 konnten ebenfalls
durch Einleiten von NO-Gas erhalten werden. Eine weitere Methode, das Nitrosyl-Ion NO+ in
einen Komplex einzuführen, ist die Verwendung von z.B. [NO]PF6. Auf diese Weise konnten
Kirchner et al. [(η5-C5Me5)Ru(dppe)(NO)](PF6)2 sowohl mit NO-Gas als auch mit [NO]PF6
erzeugen.[247] Einen anderen Weg gingen Redhouse und Mitarbeiter in dem sie durch
Reaktion von NaNO2 mit HCl in siedendem Ethanol den Komplex [CpRuCl(PPh3)(NO)]PF6
synthetisierten (siehe Abb. 49).[246] Außerdem wurden im Laufe der hier vorgestellten
46
2. Kenntnisstand
Arbeiten bereits einige Bispyrazolylacetato-Nitrosyl-Ruthenium-Komplexe von Cao und
Mitarbeitern synthetisiert. Ausgehend von [Ru(NO)Cl3] und Bispyrazolylacetat erhalten diese
Nitrosyl-Komplexe wie [(bdmpza)Ru(NO)(Cl)2] und [(bdmpza)2Ru(NO)]Cl.[248]
Abb. 50: a) Orbitaldiagramm für die Metall-Nitrosyl-Wechselwirkung in einem oktaedrischen
Komplex und b) für die gewinkelte Anordnung[249]
Das NO-Molekül kann als Radikal an ein Metall koordinieren, zumeist linear aber auch in
einer gewinkelten M-NO Anordnung.[249] Nach dem Valenzbindungskonzept erfolgt mit der
Unterscheidung einer linearen und gewinkelten M-NO Geometrie eine Änderung im
Bindungsformalismus des NO-Moleküls. Zum einen gibt das NO-Radikal formal ein Elektron
an das Metall ab, welches dabei reduziert wird. Das so gebildete NO+-Kation ist
2.3 Modell- und andere Komplexe
47
isoelektronisch zu CO und bindet wie dieses linear an das Metall. Das NO+ wirkt als
2-Elektronendonor und zusammen mit dem zuvor abgegebenen Elektron betrachtet man den
NO+-Liganden als 3-Elektronendonor. Zum anderen nimmt NO in einer „reduktiven
Nitrosylierung“ formal ein Elektron vom Metall auf. Dabei bildet sich das zu O2
isoelektronische NO--Anion und dieses bindet analog in einer gewinkelten end-on
Anordnung. Das NO- ist formal also ein 2-Elektronendonor, unter Berücksichtigung des zuvor
aufgenommenen Elektrons aber nur ein 1-Elektronendonor.[249, 250]
Mit der MO-Theorie kann die Bindung von NO an ein Metall und die Unterscheidung
zwischen linearer oder gewinkelter Geometrie besser erklärt werden (Abb. 50). Entscheidend
für eine gewinkelte Anordnung ist die Besetzung des antibindenden σ*-Orbitals 2a1. Sind die
1e- und b2-Molekülorbitale bereits durch Metall-d-Elektronen besetzt, wird das 2a1-Orbital
unter anderem mit dem NO-Elektron des π*-Orbitals besetzt. Die so auftretende Antibindung
wird durch die Abwinkelung des NO-Liganden verringert (Abb. 50 b)). Außerdem ergibt sich
eine bindende Wechselwirkung zwischen dem Metall-a1-Orbital und einem Nitrosyl-π*Orbital und bewirkt so einen stärkeren nichtbindenden Charakter des 2a1-Molekülorbitals,
sowie eine energetische Absenkung dieses Orbitals.[249, 250] Somit ist für das Vorliegen einer
linearen oder gewinkelten M-NO Struktur die Elektronenkonfiguration des Komplexes
entscheidend. Bei oktaedrischen Komplexen bildet sich die gewinkelte Struktur aus, wenn die
Zahl der Metall-d-Elektronen größer als sechs ist. In diesem Modell ist es also unerheblich, ob
NO nun ein 1- oder 3-Elektronendonor ist. Man gibt daher als Elektronenzahl die Zahl der
Metall-d-Elektronen an, wenn der NO-Ligand als NO+ betrachtet wird (z.B. {RuII(NO+)}6
„Enmark Feltham Notation“[251]). Die gewinkelte und die lineare Struktur kann man anhand
der IR-Spektren nur teilweise voneinander unterscheiden, da sich deren Schwindungsbereiche
teilweise überlappen (linear: 1950–1600 cm–1, gewinkelt: 1720–1520 cm–1).[249, 250]
48
2. Kenntnisstand
2.4 Katalyse und Bio-inspirierte Oxidationen
Neben dem Ziel, mittels Modell-Komplexen die Funktionsweise von Enzymen besser zu
verstehen, versucht man diese Modelle auch als Katalysatoren für die chemische Synthese zu
nutzen. In den letzten Jahren wurden bereits viele eisenhaltige Modell-Komplexe als Katalysatoren, insbesondere für Hydroxylierungen und Epoxidierungen, verwendet. Besonders
interessant ist hierbei die cis-Dihydroxylierung.[252-261] Die cis-Dihydroxylierung beim
biologischen Abbau von Aromaten wird durch Rieske-Dioxygenasen mit Hilfe von O2/NADH
(siehe Kapitel 2.1.5.4) katalysiert. In der organischen Synthese muss man auf teure und
giftige Substanzen wie OsO4 zurückgreifen. Eine Bio-inspirierte katalytische Hydroxylierung
könnte eine neue Alternative sein.[256]
2.4.1 Eisen-Oxo-Komplexe und Oxidationen mit Eisen-Katalysatoren
Eisen-Komplexe mit BPMEN, TPA und davon abgeleiteten Liganden sind gute Katalysatoren
für Oxidationen. Als Oxidationsmittel wird meist H2O2 und tBuOOH verwendet.[254-267]
Abb. 51: Eisen-Komplex mit dem chiralen Liganden BPMCN[260]
2.4 Katalyse und Bio-inspirierte Oxidationen
49
Manche Systeme sind in der Lage, Alkane und sogar Cyclohexan katalytisch zu hydroxylieren und teilweise zum Keton zu oxidieren.[262-266] Der Anteil an gebildetem cis-Diol bzw.
Epoxid hängt von den verwendeten Edukten sowie den Liganden bzw. Komplexen ab und
lässt sich auch durch die Reaktionsbedingungen beeinflussen.[254-256] Die Stereoselektivität ist
von den verwendeten Liganden abhängig.[254, 257] So konnte mit einer chiralen Modifikation
des BPMEN-Liganden der Komplex [(BPMCN)Fe(O3SCF3)2] (siehe Abb. 51) dargestellt und
eine asymmetrische Katalyse durchgeführt werden.[260]
H
Klasse A
Low-Spin
H2 O
- CH3CN
O O
LFeIII
- H 2O
H
O
LFeV
O
HO
OH
HO
OH
OH
H
O OH
LFeIII
NCCH3
- CH3CN
Klasse B
High-Spin
O
OH
LFeIII
O
LFeIV (·OH)
?
Abb. 52: Postulierter Mechanismus der cis-Dihydroxylierung[255]
Aufgrund der Ergebnisse von
18
O-Markierungsexperimenten nimmt man zwei unter-
schiedliche Wege für den Katalyse-Mechanismus an (vgl. Abb. 52).[254, 255] Die so genannten
„Klasse A Katalysatoren“ bilden ein low-spin Fe(III)-OOH-Intermediat, welches homolytisch
zu HO-Fe(V)=O zerfällt. In das cis-Diol-Produkt wird schließlich ein Sauerstoff-Atom aus
H2O2 und ein Atom aus H2O eingebaut.[254, 255] Man geht davon aus, dass es sich bei diesem
Fe(III)-OOH-Intermediat um ein elektrophiles Oxidationsmittel handelt.[255] Klasse B Katalysatoren reagieren über eine high-spin Fe(III)-OOH-Spezies zum cis-Diol-Produkt. Hierbei
stammen beide Sauerstoff-Atome aus einem Molekül H2O2.[254, 255] Man nimmt an, dass es
sich bei der reaktiven Spezies um ein nukleophiles Oxidationsmittel handelt.[255] Aus der
high-spin Fe(III)-OOH-Spezies bildet sich homolytisch das Intermediat-Paar Fe(IV)=O/HO•.
Anschließend greift das HO• nukleophil das Substrat an. Diese Befunde konnten über DFTRechnungen bestätigt werden.[268-273]
50
2. Kenntnisstand
Die eben beschriebenen katalytischen Oxidationen benötigen ein Oxidationsmittel wie z.B.
Wasserstoffperoxid. Nam et al. konnten durch die Reaktion von [(TMC)FeII(CF3SO3)2] mit
O2 einen Eisen-Oxo-Komplex [(TMC)FeIV(O)]2+ erhalten. Dieser katalysiert mit molekularen
Sauerstoff als Oxidationsmittel die Oxidation von PPh3 zu O=PPh3.[274]
Eisen-Oxo-Verbindungen sind außerdem von besonders großem Interesse, da man davon
ausgeht, dass bei Nicht-Häm-Eisen-Oxygenasen derartige, hochreaktive Intermediate im
Katalysemechanismus vorkommen. So konnte man bei der Isopenicillin N Synthase (vgl.
Kapitel 2.1.5.1) mit Hilfe modifizierter Substrate und Ermittlung von Kristallstrukturen auf
das Auftreten einer Fe(IV)=O-Spezies schließen.[103] Vor kurzem konnte bei der TaurinDioxygenase (vgl. Kapitel 2.1.1.5) im Mössbauer-Spektrum eine Fe(IV)=O-Zwischenstufe
beobachtet werden.[46]
Bereits vor einiger Zeit konnten Fe(IV)=O-Modell-Komplexe indirekt nachgewiesen
werden.[275-279] Schließlich konnten einige Fe(IV)=O-Komplexe isoliert, analysiert und sogar
kristallographisch untersucht werden (siehe Abb. 53).[280-285] Durch Verwendung des
Oxidationsmittels Iodosobenzol (PhIO) oder Wasserstoffperoxid in Acetonitril entsteht aus
[(TMC)FeII(OTf)2] der Fe(IV)=O-Komplex [(TMC)FeIV(O)(NCCH3)](OTf)2.[282] Eine weitere
Möglichkeit, Eisen-Oxo-Komplexe zu erhalten, ist die Verwendung von Peroxosäuren und
tBuOOH.[281]
Abb. 53: Kristallstruktur von [(TMC)FeIV(O)(NCCH3)]+ [282]
2.4 Katalyse und Bio-inspirierte Oxidationen
51
2.4.2 Ruthenium in der Katalyse
Ruthenium-Komplexe, insbesondere Vinyliden- und Allenyliden-Komplexe bzw. derartige
Zwischenstufen, sind sehr gute Katalysatoren, vor allem für die Olefinmetathese. Außerdem
lassen sich mit diesen Katalysatoren Kohlenstoff-Kohlenstoff-Bindungen knüpfen und
Additionen an Alkine durchführen.[286] Darüber hinaus werden Ruthenium-Komplexe zur
Oxidationskatalyse eingesetzt. Dieses Thema wird in Kapitel 2.4.3 gesondert behandelt.
Für
die
Addition
von
Carbonsäuren
an
Alkine
haben
sich
Komplexe
wie
[Ru(Methallyl)2(dppb)] bewährt. Hierbei wurde im ersten Schritt der katalytischen Reaktion
der Carboxylato-Komplex [Ru(O2CR)2(dppb)] nachgewiesen (vgl. Kapitel 2.3.2.1). Der
Carboxylato-Ligand bindet dabei reversibel η1 bzw. η2 an das Metall. Die Regioselektivitäten
der resultierenden Anti-Markownikow-Addition sind sehr hoch.[286] Auch Alkohole und
Wasser lassen sich mit Ruthenium-Komplexen an Alkine addieren. So katalysiert z.B.
[TpRuCl(PPh3)(MeCN)] die intramolekulare Reaktion von Ethinyloxiran zum Furan.
Terminale Alkine werden von [CpRuCl(dppm)] mit Wasser zum Aldehyd hydratisiert.
Ebenso ist die Ruthenium-katalysierte Kupplung von Propargyl- und Allylalkoholen ein sehr
weites Feld.[286, 287]
Bei der Knüpfung von Kohlenstoff-Kohlenstoff-Bindungen mit endständigen Alkinen erhält
man Butatriene oder Naphthalinderivate mit aromatisch substituierten Alkinen. Mit
konjugierten Dieninen lassen sich Ruthenium-katalysiert polycyclische Systeme aufbauen.
Eine weitere Möglichkeit ist die Kupplung von Alkinen und Olefinen z.B. mit
[CpRuCl(PPh3)2] als Katalysatorvorstufe.[286, 287]
Große Fortschritte erfolgten in den letzten Jahren auf dem Gebiet der Alken- und EninMetathese mit Ruthenium-Katalysatoren. Komplexe der Art [RuX2(=CHR)(PR3)2], z.B. der
bekannte „Grubbs-Katalysator“ [RuCl2(=CHPh)(PCy3)2] (siehe Abb. 54), sind sehr potente
Alken-Metathese-Katalysatoren. Von großem Interesse ist die Ringöffnungspolymerisation
(ROMP), welche von z.B. von Vinyliden-Komplexen wie [RuCl2(=C=CHR)(PR3)2] katalysiert wird. Aber auch Komplexe der Art [TpRuCl(=C=CHPh)(PPh3)] oder AllenylidenKomplexe [RuCl2(=C=C=CR2)(PCy3)(L)] sind für Metathesen geeignet. ROMP-Katalysatoren sind auch wirksam bei Ringschluss- (RCM) und Kreuzmetathesen. Als katalytisch sehr
aktive Spezies haben sich Ruthenium-Komplexe mit N-heterocyclischen Carben-Liganden
52
2. Kenntnisstand
herausgestellt, z.B. der Grubbs-Katalysator der „zweiten Generation“ [RuCl2(=CHPh)(PCy3)(NHC)] (siehe Abb. 54).[286-294] Für detaillierte weitere Informationen zu MetatheseKatalysatoren und Anwendungen in der organischen und Polymer-Synthese sei das dreibändige „Handbook of Metathesis“ empfohlen.[294]
Cl
Cl
PCy3
Ru
PCy3 Ph
Mes
N
Cl
Cl
N
Mes
Ru
PCy3 Ph
Abb. 54: Klassischer und Grubbs-Katalysator der 2. Generation
Mit Ruthenium-Katalysatorvorstufen wie z.B. [RuCl2(p-cymene)]2 oder aber auch
RuCl3·3H2O lassen sich bei vergleichsweise milden Bedingungen (90°C, 60 bar H2, H2O)
katalytische Hydrierungen an cyclischen Imiden zu den Lactamen durchführen.[295]
Darüber hinaus kann man mit Ruthenium-Katalysatoren Oxidationen, z.B. Hydroxylierungen
und Epoxidierungen, durchführen (siehe folgendes Kapitel 2.4.3).
2.4.3 Oxidationskatalysen mit Ruthenium-Komplexen
Vielfältige Oxidationen können mit Hilfe von Ruthenium-Komplexen als Katalysatoren und
unter Verwendung von Peroxiden wie Wasserstoffperoxid oder Alkylhydroperoxiden als
Oxidationsmittel durchgeführt werden. So lassen sich Alkane hydroxylieren, Alkene epoxidieren und Sulfide oxidieren.[296-307]
Es gibt auch die Möglichkeit, mit Ruthenium-Oxo-Verbindungen Alkene stöchiometrisch zu
epoxidieren.[308-312] In einigen Fällen läuft diese Reaktion durch Zugabe von Iodosobenzol
oder einem Alkylhydroperoxid auch katalytisch ab. [(Me3TACN)Ru(O2)(O2CCF3)]ClO4
(Abb. 55) oxidiert stöchiometrisch Olefine, Acetylene und Sulfide. Nach Zugabe von Iodosobenzol verläuft die Oxidation katalytisch.[310]
2.4 Katalyse und Bio-inspirierte Oxidationen
53
Abb. 55: Molekülstruktur von [(Me3TACN)Ru(O2)(O2CCF3)]+ [310]
Verwendet man Ruthenium-Komplexe mit chiralen Liganden können, asymmetrische
Epoxidationen und Oxidationen mit hohen Ausbeuten und guten Enantioselektivitäten mit
Wasserstoffperoxid und anderen Oxidationsmitteln katalytisch durchgeführt werden. Hierfür
steht eine große Anzahl an Liganden wie Bisoxazoline oder Pyridinbisimidazoline und viele
mehr zur Verfügung (Abb. 56). Für die meisten Katalysen müssen die Liganden sehr genau
angepasst werden, um optimale Ergebnisse zu erhalten. Über die Art der Substitution können
die Eigenschaften der Liganden und somit die Ausbeuten und Enantioselektivitäten jedoch
leicht variiert werden.[303-309, 312]
Me
H
O
O
N
H
N
Ph
N
OH
Ph
H
N
N
Ph
N
HO
H
N
N
Ph
Ph
N
Ph
Abb. 56: Beispiele gebräuchlicher chiraler Liganden
Die von der Arbeitsgruppe Che entwickelten Ruthenium-Komplexe [(Me3TACN)Ru(OH2)2(O2CCF3)](O2CCF3)2 und [(Me3TACN)Ru(OH2)(O2CCF3)2]O2CCF3 sind sehr gute Katalysatoren für die Epoxidierung von Alkenen bzw. Oxidation von Alkoholen mit tert-Butylhydroperoxid. Hierbei werden bis zu 6000 Turnovers erreicht und man nimmt an, dass es sich
54
2. Kenntnisstand
bei der aktiven Spezies um [(Me3TACN)Ru(O2)(O2CCF3)]+ oder [(Me3TACN)Ru(O)(H2O)(O2CCF3)]+ handelt.[301,
302, 310]
Die Reaktionen mit diesen Katalysatoren laufen darüber
hinaus mit hohen Selektivitäten ab. Limonen wird bevorzugt an der elektronenreicheren, aber
sterisch stärker gehinderten Doppelbindung zum 1,2-Epoxid oxidiert. Allerdings bildet sich
hier auch ein großer Anteil an 8,9-Epoxid. Das cis:trans Verhältnis des 1,2-Epoxids ist mit
2.5:1 sehr hoch. Norbornen wird ausschließlich zum exo-Norbornenepoxid epoxidiert.[301]
In weiteren Experimenten wurde Kieselgel mit [(Me3TACN)Ru(OH2)(O2CCF3)2]O2CCF3
behandelt. Der so an SiO2 gebundene Katalysator kann leicht entfernt und wieder verwendet
werden. Außerdem zeigt dieser keinen wesentlichen Verlust der katalytischen Aktivität oder
der Selektivität. Bei der Oxidation von 1-Phenyl-1-propanol mit tert-Butylhydroperoxid zu
1-Phenyl-1-propanon wurden sogar Umsatzzahlen von 9000 erreicht.[302]
Darüber hinaus konnten Che und Mitarbeiter mit Ruthenium-Komplexen Alkene, auch
enantioselektiv und katalytisch, hydroxylieren.[313-316] Man erhofft sich, mit diesen
Komplexen eine Alternative zur teuren und giftigen Methode mittels OsO4 für die cisDihydroxylierung zu finden (vgl. auch Kapitel 2.4.1). Das zu OsO4 isoelektronische RuO4 ist
ein stärkeres Oxidationsmittel und führt sehr schnell zur stöchiometischen Spaltung von C=CBindungen. Mit [(Me3TACN)RuVIO2(O2CCF3)]ClO4 erreicht man die cis-Dihydroxylierung
von Alkenen in tert-Butanol/Wasser in guten Ausbeuten (Abb. 57). Führt man die Reaktion in
Acetonitril durch, wird das Alken unter der Bildung zweier Aldehyd-Gruppen gespalten.
N
N
N
N
N
IV
N
IV
Ru O2CCF3
O
O
Ru O2CCF3
O
O
tBuOH
H2O
N
N
N
III
Ru O2CCF3
HO
O
+
R
R
Ar
R
Ar
Ar
HO
OH
H
R
Ar
Ar
MeCN
R
O
H
O
Abb. 57: Vermuteter Mechanismus der Alken Oxidation[314]
2.4 Katalyse und Bio-inspirierte Oxidationen
55
Mit Hilfe kinetischer Untersuchungen wurde ein Reaktionsmechanismus aufgestellt. Hierbei
reagiert der Ruthenium-Oxo-Komplex formal in einer [3+2]-Cycloaddition mit dem Alken
(vgl. Abb. 57).[314] Rutheniumtrichlorid auf Hydroxyapatit-Nanopartikeln immobilisiert ist ein
effektiver und leicht wieder verwendbarer Katalysator für cis-Dihydroxylierungen und oxidative Spaltungen von Alkenen.[313] Darüber hinaus konnten mit einem chiralen RutheniumPorphyrin-Katalysator aromatische Kohlenwasserstoffe enantioselektiv oxidiert werden.[316]
Die Aktivierung von Sauerstoff, die bei 2-Oxogluturat-abhängigen Enzymen entscheidend ist,
konnte bereits mit einem Eisen-Modell-Komplex erreicht werden (vgl. Kapitel 2.4.1). Aber
auch mit Ruthenium-Komplexen gelingt die Sauerstoffaktivierung. Paz-Sandoval und
Mitarbeiter erhielten durch die Reaktion von [Cp*RuCl(PPh3)2] mit Sauerstoff den neutralen
und als Feststoff sehr stabilen Komplex [Cp*RuCl(O)2(PPh3)]. Dieser kann Phosphite zu den
Phosphaten oxidieren.[317] In dem kationischen Komplex [(TpiPr2)Ru(dppene)]+ erfolgt mit
Sauerstoff die Oxidation einer iso-Propyl-Gruppe des Tp-Liganden zu einer Acetyl-Gruppe
(siehe Abb. 58).[318] Mit Tris(pyrid-2-yl)methoxyalkan-Ruthenium-Komplexen konnten
Methyl-p-tolylsulfid zum Sulfoxid, 2-Propanol zu Aceton und Allylalkohol zum Epoxid
oxidiert werden.[319] Eine große Zahl unterschiedlicher Ruthenium-Komplexe katalysiert die
Oxidation von Thioethern zu Sulfoxiden mit Sauerstoff als Oxidationsmittel.[320-322]
H
H
B
B
N
N
N
N
N
N
Ru
Ph2P
O2
MeOH
N
N
N
N
N
N
O
PPh2
Ph2P
Ru
PPh2
Abb. 58: Sauerstoffaktivierung durch einen Ruthenium-Komplex[318]
57
3. Aufgabenstellung
In den letzten Jahren konnte von vielen eisenhaltigen Enzymen mit 2-His-1-CarboxylatTriade die Kristallstruktur bestimmt werden. Hiermit war es nun möglich, tiefere Einblicke in
die Funktionsweise dieser Enzyme zu erhalten. Mit Hilfe der neu gewonnenen Erkenntnisse
lassen sich nun auch verbesserte Modell-Komplexe entwickeln. Durch die Synthese der
Bispyrazolylacetato-Liganden, die das NNO-Motiv der 2-His-1-Carboxylat-Triade korrekt
nachbilden, ist man nun in der Lage, Modell-Komplexe zu synthetisieren, die die Koordination des Metalls im Enzym „naturnaher“ nachbilden.
Aufgabe dieser Arbeit war, Modell-Komplexe mit Bispyrazolylacetato-Liganden zu
synthetisieren. Der Schwerpunkt sollte hierbei auf den 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen
liegen. Hierfür kommen verschiedene Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden, aber
auch das von den Enzymen verwendete 2-Oxoglutarat in Frage. Da Eisen(II)-Komplexe
paramagnetisch und somit schwierig zu untersuchen sind, sollte Ruthenium als Zentralmetall
verwendet werden. Ruthenium ist wie Eisen ein Metall der 6. Übergangselementegruppe und
hat daher ähnliche Eigenschaften. Ruthenium(II)-Komplexe sind jedoch diamagnetisch und
können somit problemlos NMR-spektroskopisch untersucht werden. Als Ausgangsverbindung
sollten die bekannten Ruthenium-Komplexe [(bpza)Ru(PPh3)2Cl] und [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl]
verwendet werden.
Ein weiteres Ziel bestand darin, die erhaltenen Modell-Komplexe auf ihre Reaktivität
gegenüber der Addition anderer Liganden hin zu überprüfen, z.B. mit dem biologisch
bedeutsamen NO, das auch als Analogon für O2 in der Enzymanalytik verwendet wird.
Außerdem sollte geklärt werden, ob die Komplexe katalytische Eigenschaften bezüglich
Oxidationsreaktionen zeigen.
Im Zusammenhang mit Enzymen sind Inhibitoren von großem Interesse. Daher sollte zum
Abschluss dieser Dissertation versucht werden, Komplexe mit Inhibitoren zu synthetisieren.
Der Schwerpunkt sollte hierbei ebenfalls bei den 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen liegen.
59
4. Ergebnisse und Diskussion
4.1 Synthese der Vorstufen
4.1.1 Darstellung von Bis(pyrazol-1-yl)essigsäure aus Dichloressigsäure
Die Darstellung von Bis(pyrazol-1-yl)essigsäure (1) aus Pyrazol und Dibromessigsäure ist
schon seit längerem bekannt.[190] Der Nachteil an dieser Synthese ist der hohe Preis der
Dibromessigsäure, weswegen nach Alternativen gesucht wurde. Die preiswerte Dichloressigsäure sollte zwar eine geringere Reaktivität aufweisen aber dennoch in analoger Weise
reagieren. Die Umsetzung mit Dichloressigsäure wurde analog zu Dibromessigsäure durchgeführt (siehe Abb. 59). Hierbei wird Dichloressigsäure mit zwei Äquivalenten Pyrazol und
einem Überschuss Kaliumhydroxid und Kaliumcarbonat sowie einer kleinen Menge Phasentransferkatalysator umgesetzt. Mit einer auf etwa drei Tage verlängerten Reaktionszeit erhält
man nach saurer Aufarbeitung Bis(pyrazol-1-yl)essigsäure (1). Die Ausbeute ist dabei etwas
kleiner als bei ursprünglichen Variante mit Dibromessigsäure. Aufgrund der wesentlich
geringeren Kosten der Dichloressigsäure ist diese Synthese dennoch die wirtschaftlichere
Variante. Parallel von E. Hübner durchgeführte Experimente zeigten, dass die analoge
Synthese von Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)essigsäure (2) mit Dichloressigsäure ebenfalls
möglich ist.
Cl
O
+
Cl
OH
2
HN
N
1. KOH, K2CO3,
TEBA, THF, Δ
2. HCl
CO2H
N
N
N
N
1
Abb. 59: Synthese von Bis(pyrazol-1-yl)essigsäure Hbpza (1) aus Dichloressigsäure
60
4. Ergebnisse und Diskussion
4.1.2 Synthese von 2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxy-cyclohex-2-enon
Herbizide vom Typ Benzoylcyclohexan-1,3-dion werden auch „Triketon-Typ-Inhibitor“
genannt[147] und sind potentielle Inhibitoren für das Enzym 4-HydroxyphenylpyruvatDioxygenase (4-HPPD) (siehe Kapitel 2.1.2).[146] Um einen Triketon-Inhibitor-ModellKomplex darzustellen, wurde als Vertreter 2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxy-cyclohex-2-enon
(3) synthetisiert. Hierzu kann o-Chlorbenzoesäurechlorid mit 1,3-Cyclohexandion zum
Enolester umgesetzt und anschließend mit Cyanid zum Triketon 3 isomerisiert werden.[323] Da
bei dieser Umsetzung HCN freigesetzt wird, wurde aber die Synthese analog zu einer Route
von Tamura et al. durchgeführt (siehe Abb. 60).[324] Bei dieser Variante erfolgt die
Isomerisierung mit Hilfe von Aluminiumtrichlorid.
O
Pyridin
CH2Cl2
+
Cl
O
Cl
O
Cl
O
O
AlCl3
CH2Cl2
O
Cl
O
O
HO
3
Abb. 60: Darstellung von 2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxy-cyclohex-2-enon (3)
4.1 Synthese der Vorstufen
4.1.3 Optimierte
61
Synthese
von
Dichloro-tris(triphenylphosphan)-
ruthenium(II)
[RuCl2(PPh3)3] (19) ist eine wichtige Vorstufe in der Ruthenium-Chemie und wurde vor 35
Jahren erstmals synthetisiert (siehe Abb. 61).[325] Die Reaktion erfolgt dabei unter Schutzgas
und Verwendung wasserfreier Lösungsmittel. Um dieses wichtige Edukt in größeren Mengen
im Praktikum für Chemiestudenten im 4. Semester synthetisieren lassen zu können, musste
die Durchführung vereinfacht werden. Da Rutheniumtrichlorid sehr teuer ist, darf sich hierbei
die Ausbeute nicht zu stark verschlechtern. Als Vereinfachung wurde die Synthese nun an
Luft mit technischem Methanol durchgeführt. Die Ausbeute beläuft sich dabei auf 75% (Literatur: 74%, eigene Durchführungen unter Schutzgas: 89%). Der so gewonnene Komplex zeigt
keinen Unterschied zur mit Schutzgas erhaltenen Substanz und eine passende Elementaranalyse bestätigt die Zusammensetzung von [RuCl2(PPh3)3] (19).
RuCl3 · 3 H2O
+
PPh3
Cl
MeOH
Cl
PPh3
Ru PPh3
PPh3
19
Abb. 61: Darstellung von [RuCl2(PPh3)3] (19)
4.1.4 Synthese verschiedener Thalliumsalze
Carboxylato-Liganden können mit Hilfe der Salze der Carbonsäuren in einer Austauschreaktion an ein Metall koordiniert werden (siehe Kapitel 2.3.2.3). Der Ruthenium-Komplex
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) reagiert mit Natrium- bzw. Silbercarboxylaten jedoch nur
unvollständig oder es treten unerwünschte Nebenreaktionen auf. Wie in Kapitel 4.2.1
beschrieben, treten diese Probleme nicht auf, wenn man die Thalliumsalze der Carbonsäuren
verwendet. Jedoch ist aufgrund der Giftigkeit von Thallium beim Arbeiten mit ThalliumVerbindungen eine besonders große Sorgfalt notwendig.
62
4. Ergebnisse und Diskussion
Zur Darstellung solcher Thalliumsalze sind in der Literatur mehrere Methoden beschrieben.
Thalliumacetat, Thalliumcarbonat, Thalliumethoxid oder Thalliumhydroxid werden als
Thalliumbasen verwendet. Als Lösungsmittel kommen Wasser, Ethanol, Wasser-EthanolGemische oder Aceton zum Einsatz. Teilweise wird Ammoniak hinzu gegeben oder es wird
unter Rückfluss erhitzt.[326-331]
Im Rahmen dieser Arbeit wurde nach einem einfachen Weg gesucht, mit Thalliumacetat die
Thalliumsalze anderer Carbonsäuren zu erhalten. Dies gelingt durch die Umsetzung der
gewünschten Säure mit Thalliumacetat (4) in Wasser und azeotroper Destillation der freiwerdenden Essigsäure (Abb. 62).[332]
O
HO
+ TlOAc
- HOAc
R
O
Tl
O
R
R = Ph (5)
C(O)Ph (6)
C(O)CH2CH2CO2H (7)
Abb. 62: Darstellung von Thallium-Carboxylaten mit Thalliumacetat
Die Synthese beruht darauf, dass diese Säuren einen kleineren pKa-Wert und einen höheren
Siedepunkt als Essigsäure besitzen (siehe Tab. 2). Da die Essigsäure bei der Destillation ein
Azeotrop mit Wasser bildet, kann diese sehr gut aus dem Reaktionsgemisch entfernt werden.
Säure
pKa
Siedepunkt
Schmelzpunkt
Essigsäure[333]
4.76
116-118°C
17°C
Benzoesäure[334]
4.22
249°C
122°C
Brenztraubensäure[335]
2.49
165°C
12°C
-
n.a.
31-34°C
1.2
n.a.
95-98°C
2-Oxobuttersäure
[336]
Phenylglyoxylsäure
[337]
2-Oxoglutarsäure
2.31; 5.14 160°C (Zers.)
112-116°C
Tab. 2: Chemische und physikalische Daten einiger Carbonsäuren
4.1 Synthese der Vorstufen
63
Diese Methode ist daher auf Verbindungen mit größerer Säurestärke und Siedetemperatur
limitiert. Eine weitere Beschränkung kann die zum Destillieren benötigte hohe Temperatur
sein, da sich einige Säuren (z.B. Brenztraubensäure, 2-Oxobuttersäure und 2-Oxoglutarsäure)
bei dieser zersetzen. Dieses Problem konnte bei der 2-Oxoglutarsäure durch Destillation unter
reduziertem Druck vermieden werden.
Auf diesem Weg erhält man durch die Umsetzung von Benzoesäure, Phenylglyoxylsäure
bzw. 2-Oxoglutarsäure mit Thalliumacetat (4) und anschließender azeotroper Destillation in
hohen Ausbeuten (80–96%) entsprechend Thalliumbenzoat (5), Thalliumphenylglyoxylat (6)
und Thallium-2-oxoglutarat (7). Die
13
C-Signale der Carboxylat-Gruppen liegen bei 176.8
(5), 173.0 (6) bzw. 170.3 ppm (7) und sind mit den Daten von Thalliumacetat bzw. Natriumacetat (jeweils 181.5 ppm) und Natrium-2-oxoglutarat (170.2 ppm) vergleichbar. Die Signale
der Keto-Gruppen sind bei 197.0 (6) bzw. 191.3 ppm (7). Die freie Carbonsäure-Gruppe im
Thallium-2-oxoglutarat (7) findet man bei 178.6 ppm im
13
C-NMR-Spektrum (Natrium-
2-oxoglutarat 178.0 ppm). Die beiden Methylen-Gruppen spalten im 1H-NMR-Spektrum wie
erwartet in Triplett-Signale bei 2.49 bzw. 2.85 ppm auf und unterscheiden sich kaum von den
Signalen des Natrium-2-oxoglutarats bei 2.53 bzw. 2.85 ppm.
Mit diesen drei Salzen sollte es möglich sein, weitere Modell-Komplexe für 2-Oxoglutaratabhängige Enzyme zu erhalten.
Für die Darstellung der Salze 5, 6 und 7 war diese Methode günstig, da das benötigte
Thalliumacetat (4) vorhanden war. Um jedoch die Salze schwacher Säuren erhalten zu
können, wurde die Verwendung einer stärkeren Base z.B. Thalliumcarbonat notwendig. Die
Synthese mittels Thalliumcarbonat erfordert weniger Arbeitsschritte, was bei der Giftigkeit
von Thalliumsalzen von Vorteil ist. Hiermit können Thalliumsalze von Substanzen mit
schwach aciden Protonen, z.B. Phenole, synthetisiert werden (siehe Abb. 63).
2 R-OH
+
Tl2 CO 3
- CO 2
2 R-O
Tl
Abb. 63: Darstellung von Thalliumsalzen mit Thalliumcarbonat
64
4. Ergebnisse und Diskussion
Mit dieser Variante können die Thalliumsalze der Salicylsäure, der Acetylsalicylsäure und des
Enzym-Inhibitors 2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxy-cyclohex-2-enon (siehe Kapitel 2.2.2) in
guten Ausbeuten (74–87%) synthetisiert werden. Die Phenol- und Carboxylat-Kohlenstoffe
von Thalliumsalicylat (8) können im
13
C-NMR Spektrum den Signalen bei 161.6 und 172.1
zugeordnet werden. Die fünf verbleibenden Kohlenstoffatome ergeben Signale bei 117.7,
119.5, 120.8, 131.9 und 135.4 ppm. Setzt man Salicylsäure und Thalliumcarbonat 1:1 um, so
erhält man das Di-Thalliumsalz. Im Dithalliumsalicylat (9) beträgt die chemische Verschiebung des Phenol- bzw. Carboxylat-Kohlenstoffes 161.4 bzw. 172.7 ppm. Die Signale bei
116.0, 117.3, 120.8, 130.3 und 132.2 ppm sind auf die fünf verbleibenden aromatischen
Kohlenstoffatome zurückzuführen.
Thalliumacetylsalicylat (10) zeigt in den NMR-Spektren bei 2.23 bzw. 20.9 ppm die Signale
der Acetyl-Methyl-Gruppe. Singuletts bei 173.6 und 175.5 ppm können der Carboxylat- und
der Acetyl-Carboxylat-Gruppe zugeordnet werden.
Im 1H-NMR-Spektrum von Thallium-2-((o-chlorophenyl)(hydroxylat)methylen)cyclohexan1,3-dion (11) kann das Doppeltriplett-Signal bei 1.78 ppm der mittleren und das TriplettSignal bei 2.26 ppm den beiden äußeren der drei Methylen-Gruppen zugeordnet werden. Zwei
13
C-NMR-Signale bei 20.8 und 38.8 ppm werden den drei Methylen-Gruppen zugeordnet.
Das Cyclohexan-Fragment ist somit symmetrisch und man kann daher ausschließen, dass die
negative Ladung auf einem der beiden Sauerstoffatome des Cyclohexan-Fragments lokalisiert
ist. Mehrere Grenzstrukturen beschreiben, wie die negative Ladung über das Molekül verteilt
werden kann (siehe Abb. 64). Die Signale der drei C-O-Einheiten bei 196.8 (1 × C=O) bzw.
201.7 (2 × C=O) ppm lassen jedoch keine eindeutigen Rückschlüsse auf die Art der Delokalisierung zu. Möglicherweise liegt überwiegend Grenzstruktur 11c vor, da sich hier das Cyclohexan-Fragment um 90° aus der Benzoyl-Ebene herausdrehen oder rotieren kann und somit
beide Cyclohexan-Keton-Gruppen eine identische chemische Umgebung haben. Bei den
Grenzstrukturen 11a und 11b bilden das Benzoyl- und das Cyclohexan-Fragment ein großes
planares π-System. Daher ist die chemische Umgebung der beiden Cyclohexan-KetonGruppen unterschiedlich und somit sollten diese im 13C-NMR-Spektrum zwei Signale hervorrufen. Dagegen ist im Edukt 2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxy-cyclohex-2-enon das Cyclohexan-Fragment unsymmetrisch (drei Signale der Methylen-Gruppen bei 19.0, 32.4 und
37.6 ppm). Dies ist darauf zurückzuführen, dass im Cyclohexan-Fragment eine Keto- und
eine Alkohol-Gruppe vorliegen (siehe Kapitel 4.1.2, Abb. 60). Die drei Signale bei 193.7,
4.1 Synthese der Vorstufen
65
196.8 und 197.0 ppm sind daher auf eine Keton- und eine Enol-Gruppe sowie auf die
Brücken-Keton-Gruppe zurückzuführen.
Cl
O
Cl
O
O
Cl
O
O
O
O
O
O
11a
11b
11c
Abb. 64: Mögliche Verteilung der negativen Ladung
Hydroxamate sind Inhibitoren für Zink-Enzyme. Möglicherweise inhibieren diese auch EisenEnzyme. Es wurde daher versucht mit Hilfe von Thalliumhydroxamaten potentielle Hydroxamat-Ruthenium-Modell-Komplexe (vgl. Kapitel 4.4.5) zu erhalten. Die Thalliumhydroxamate lassen sich durch Umsetzung von Hydroxamsäuren mit Thalliumcarbonat in Wasser
erhalten. Die so erhaltenen Thalliumsalze von Phenylhydroxamsäure und Salicylhydroxamsäure sind nur schwer löslich. Daher konnte von Thalliumphenylhydroxamat (12) kein
13
C-NMR-Spektren erhalten werden. Die Zusammensetzung von 12 konnte jedoch mit einer
passenden Elementaranalyse abgesichert werden. Von dem Produkt der Umsetzung von
Salicylhydroxamsäure mit Thalliumcarbonat konnten 1H und
13
C-NMR-Spektren erhalten
werden. Eine Elementaranalyse zeigte, dass anstelle des gewünschten Thalliumsalicylhydroxamat (12) das Dithalliumsalicylhydroxamat (13) entstanden war (siehe Abb. 65).
H
O
H
N
Tl
O
O
N
Ph
Tl
O
Tl
O
Abb. 65: Thalliumphenylhydroxamat (12) und Dithalliumsalicylhydroxamat (13)
66
4. Ergebnisse und Diskussion
Wie zuvor bereits beschrieben, kann von der Salicylsäure das Dithalliumsalz 13 erhalten
werden, wenn Salicylsäure:Thalliumcarbonat 1:1 anstelle von 1:0.5 eingesetzt wird. Hingegen
entsteht das Dithalliumsalicylhydroxamat (13) bereits bei einem Verhältnis von 1:0.5. Die
Phenol-Gruppe der Salicylhydroxamsäure besitzt demnach eine erheblich größere Säurestärke
als in der Salicylsäure.
Die Aminosäure 1-Aminocyclopropancarbonsäure und die Ascorbinsäure sind das Substrat
bzw. Co-Substrat des Enzyms 1-Amino-1-cyclopropancarboxylat-Oxidase (ACCO) (siehe
Kapitel 2.1.4). Um für dieses Enzym Modell-Komplexe zu erhalten, wurden die Thalliumsalze der Ascorbinsäure und der Aminosäure Glycin, stellvertretend für die sehr teure
1-Aminocyclopropancarbonsäure, mit Hilfe der Base Thalliumcarbonat synthetisiert. Die
Signale bei 42.6 und 175.3 ppm im
13
C-NMR-Spektrum des Thalliumglycinats (14) können
der Methylen- und der Carboxylat-Gruppe zugeordnet werden. Die Ascorbinsäure kann an
unterschiedlichen Hydroxyl-Gruppen deprotoniert und zum Thalliumascorbat (15) umgesetzt
werden. Am wahrscheinlichsten ist jedoch die Deprotonierung an Position 3 (siehe Abb. 66),
da sich hierbei ein konjugiertes System ausbilden kann. Hughes bestätigt mit einer Röntgenstrukturuntersuchung von Thalliumascorbat, dass die Deprotonierung an Position 3 erfolgt
und die negative Ladung über das konjugierte System verteilt ist.[330] Die
13
C-NMR-Signale
bei 174.6 bzw. 177.5 ppm sind auf das Hydroxylat- und Lacton-Kohlenstoffatom zurückzuführen.
OH
HO
O
O
O
OH
Abb. 66: Verteilung der negativen Ladung in Thalliumascorbat (15)[330]
Im Metabolismus des Tyrosins spielt das Enzym 4-HPPD (siehe Kapitel 2.1.2) eine wichtige
Rolle. Im 4-HPPD-Katalysemechanismus wird eine 4-Hydroxyphenylacetat-Zwischenstufe
postuliert.[6] Um für diese Zwischenstufe ein Modell-Komplex erhalten zu können, wurde
4-Hydroxyphenylessigsäure mit Thalliumcarbonat zu Thallium-4-Hydroxyphenylacetat (16)
4.1 Synthese der Vorstufen
67
umgesetzt. Die p-Hydroxyphenyl-Gruppe spaltet im 1H-NMR-Spektrum wie erwartet ein ABSystem auf. Das Signal des Acetat-Kohlenstoffs liegt mit 182.6 ppm im Unterschied zu den
anderen synthetisierten Thallium-Carboxylaten bei tieferem Feld, ist aber sind mit den Daten
von Thalliumacetat bzw. Natriumacetat (jeweils 181.5 ppm) vergleichbar.
Ameisensäure ist die einfachste Carbonsäure und lässt sich mit Thalliumcarbonat in hohen
Ausbeuten (86%) zu Thalliumformiat (17) umsetzen. Das 1H- bzw.
13
C-NMR-Spektrum
besteht wie erwartet aus jeweils nur einem einzigen Signal bei 8.40 bzw. 171.2 ppm.
Durch Reaktion mit Thalliumcarbonat erhält man in guten Ausbeuten (80%) Thalliumacrylat
(18). Dieses soll als Edukt für die Darstellung eines Acrylato-Ruthenium-Komplexes dienen.
Das 1H-NMR-Spektrum zeigt das typische Aufspaltungsmuster eines Olefins. Das 13C-NMRSignal bei 176.8 ppm kann dem Carboxylat-Kohlenstoff zugeordnet werden und ist gut mit
den oben genannten Werten von z.B. Tl[O2CPh] (5) (176.8 ppm) und Tl[SA] (9) (176.6 ppm)
vergleichbar.
68
4. Ergebnisse und Diskussion
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden
4.2.1 Synthese von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
Die im Kenntnisstand beschriebenen Modell-Komplexe für 2-Oxoglutarat-abhängige Enzyme
haben den Nachteil, dass die verwendeten Liganden das 2-His-1-Carboxylat-Motiv der
Enzyme nicht nachbilden (siehe Kapitel 2.3.1.3). Die neuentwickelten BispyrazolylacetatoLiganden geben dieses Bindungs-Motiv über zwei Pyrazolyl- und eine Carboxylat-Gruppe
korrekt wieder (vgl. Kapitel 2.3.1.4). Bei Eisen(II)-Komplexen mit diesen Liganden handelt
es sich zumeist um luftempfindliche paramagnetische Substanzen, was die Analytik mittels
NMR-Methoden erschwert. Analog gebaute Ruthenium(II)-Komplexe sind dagegen diamagnetisch und können somit problemlos NMR-spektroskopisch untersucht werden. Mit den in
Kapitel 2.3.1.4 erwähnten Bispyrazolylacetato-Chloro-Ruthenium(II)-Komplexen sollte man
Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden als Modelle für 2-Oxoglutaratabhängige Enzyme erhalten können. In der Literatur sind einige Ruthenium-CarboxylatoKomplexe beschrieben, die zumeist über Alkali- und Silbersalze erhalten wurden (siehe
Kapitel 2.3.2.1).
Um diese Chemie auf Ruthenium-Komplexe mit Bispyrazolylacetato-Liganden zu erweitern
wurde die Syntheseroute über Carbonsäuresalze gewählt, da bei diesem Weg die bekannten
Bispyrazolylacetato-Chloro-Ruthenium-Komplexe analog zu [CpRu(PPh3)2Cl] und [TpRu(PPh3)2Cl] als Edukte verwendet werden können. Hierzu wurde [(bpza)Ru(PPh3)2Cl] (20) und
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) mit Natriumacetat umgesetzt (siehe Abb. 67). Da keine Reaktion
erfolgte, wurde der Versuch mit Silberacetat wiederholt. Hierbei sollte sich das schwerlösliche Silberchlorid bilden, jedoch färbte sich die Lösung grün und im Reaktionsgefäß
bildete sich eine graue Substanz. Vermutlich erfolgte eine Redox-Reaktion, bei der neben
Ruthenium(III) elementares Silber entstand. Betrachtet man die Redoxpotentiale der beiden
Metalle (Ag/Ag+ = 0.7991 E0/V und Ru2+/Ru3+ = 0.249 E0/V
Redox-Reaktion möglich ist.
[250]
) zeigt sich, dass diese
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden
69
Thallium(I) ist Silber(I) sehr ähnlich und bildet mit Chlorid ebenfalls ein schwerlösliches
Salz. Im Gegensatz zu Silberacetat besteht jedoch nicht die Gefahr einer Redox-Reaktion.
Daher wurde die Umsetzung mit Thalliumacetat (4) versucht um einen Acetato-Komplex zu
erhalten (siehe Abb. 67). Mit [(bpza)Ru(PPh3)2Cl] (20) erfolgt mit Thalliumacetat (4) auch
nach einer Woche keine Reaktion. Mit dem sterisch anspruchsvolleren [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) verschwinden nach drei Tagen die Edukt-Signale im 1H-NMR-Spektrum.
Fünf Methyl-Gruppen bei 1.00, 1.77, 2.41, 2.44 und 2.51 ppm im 1H-NMR- und 11.2, 11.5,
12.5, 14.6 und 23.5 ppm im 13C-NMR-Spektrum sind auf den eingeführten Acetato-Liganden
und einen Bispyrazolylacetato-Liganden in einem unsymmetrischen Komplex zurückzuführen. Die Signale bei 168.2 und 188.7 ppm können ebenfalls dem neuen Acetato- und dem
Bispyrazolylacetato-Liganden zugeordnet werden. Im 31P-NMR-Spektrum findet sich nur ein
Singulett bei 61.9 ppm, was für einen symmetrischen Komplex spricht. Es wäre aber auch
denkbar, dass nur noch ein Triphenylphosphan-Ligand im Komplex koordiniert ist. Ein FABMassenspektrum und die Elementaranalyse beweisen, dass es sich um einen MonophosphanKomplex handelt. Somit wird bei der Reaktion mit Thalliumacetat (4) ein Phosphan verdrängt
und der neue Acetato-Ligand bindet κ2 an das Ruthenium. Die Phosphan-Abspaltung wird
daher ein entscheidender Schritt bei der Bildung des Acetato-Komplexes sein. Diese ist im
sterisch anspruchsvolleren Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) offenbar leichter möglich
als im sterisch anspruchsloseren [(bpza)Ru(PPh3)2Cl] (21).
Me
Me
N
N
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P Cl
PPh3
21
NaOAc
CH2Cl2
AgOAc
CH2Cl2
TlOAc
- PPh3
CH2Cl2
Me
Me
N
N
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
Me
22
Abb. 67: Versuche zur Synthese eines Acetato-Komplexes
O
70
4. Ergebnisse und Diskussion
Die erfolgreiche Umsetzung mit Thalliumacetat (4) zeigte, dass mit Thalliumsalzen neue
Liganden in den Ruthenium-Chloro-Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) eingeführt werden
können. Daher wurde diese Methode mit verschiedenen Thallium-Carboxylaten Tl[O2CR]
(R = Me 4, Ph 5) angewendet. Auf diese Weise erhält man in guten Ausbeuten die
entsprechenden κ2O1,O1’-Carboxylato-Komplexe [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CR)] (R = Me 22
(75%), Ph 23 (75%)) (siehe Abb. 68).
Me
Me
N
N
Me
Me
N
O
+ Tl[O2CR]
- TlCl, - PPh3
ON
Ph3P Cl
N
N
R = Me (4)
Ph (5)
Me
Ru
Me
Me
N
O
ON
Ph3P O
PPh3
21
Me
Ru
O
R
R = Me (22)
Ph (23)
+ Tl[O2CC(O)R]
- TlCl, - PPh3
+ HO2CC(O)R
- HO2CR
R = Ph (6)
CH2CH2CO2H (7)
Me
Me
N
N
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
R
O
O
R = Me (24)
Et (25)
Ph (26)
CH2CH2CO2H (27)
Abb. 68: Synthese der Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium(II)-Komplexe
Für Enzym-Modell-Komplexe sind 2-Oxocarbonsäuren von besonders großem Interesse.
Daher wurde mit verschiedenen Thallium-2-Oxocarboxylaten Tl[O2CC(O)R] (R = Ph 6,
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden
71
CH2CH2CO2H 7) eine zu den Thalliumcarboxylaten analoge Umsetzung versucht. Auch bei
diesen Umsetzungen sprechen die 1H- und
Komplex und ein einzelnes Signal im
31
13
C-NMR-Spektren für einen unsymmetrischen
P-NMR-Spektrum deutet auf eine Monophosphan-
Verbindung hin. Das FAB-Massenspektrum zeigt, dass ein Phosphan-Ligand bei der Reaktion
abgespalten wird. Mit Thallium-2-Oxocarboxylaten erhält man so nach einem Tag in sehr
guten Ausbeuten die entsprechenden κ2O1,O2-2-Oxocarboxylato-Komplexe [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)R)] (R = Ph 26 (96%), CH2CH2CO2H 27 (94%)) (siehe Abb. 68). Die
Synthese verschiedener Thalliumsalze wurde in Kapitel 4.1.4 bereits beschrieben.
Eine weitere, besondere Synthese von 2-Oxocarboxylato-Komplexen ist die Umsetzung von
Carboxylato-Komplexen mit 2-Oxocarbonsäuren (siehe Abb. 68). Hierbei wird der κ2O1,O1’Carboxylato-Ligand durch den stärker koordinierenden κ2O1,O2-2-Oxocarboxylato-Liganden
verdrängt. Die größere Stabilität der 2-Oxocarboxylato-Komplexe ist vermutlich zum einen
auf die Bildung eines Metalla-Fünfringes „Ru-O=C-C-O“ zurückzuführen, der eine geringere
Ringspannung als der Metalla-Vierring „Ru-O=C-O“ in den Carboxylato-Komplexen besitzt.
Zum anderen besitzen eine Keto- und eine Carboxylat-Gruppe zusammen bessere chelatisierende Eigenschaften als eine Säure-Gruppe allein.
Am einfachsten können 2-Oxocarboxylato-Komplexe jedoch direkt durch die Reaktion von
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) mit Thalliumacetat (4) bzw. Thalliumcarbonat und 2-Oxocarbonsäuren erhalten werden. Auf diese Weise erspart man sich die Synthese und die Isolierung
der giftigen Thalliumsalze.
Die Carboxylato-Ruthenium-Komplexe 22 und 23 zeigen in den 1H- und 13C-NMR-Spektren
zwei Signalsätze für die Pyrazolyl-Gruppen des Bispyrazolylacetato-Liganden. Jeweils ein
einzelnes Signal in den
31
P-NMR-Spektren und die Molekül-Peaks in den FAB-Massen-
spektren zeigen, dass nur noch ein Triphenylphosphan-Ligand in den Komplexen vorhanden
ist. Daraus kann man auf eine unsymmetrische Koordination der Liganden mit dem
Phosphan-Liganden trans zu einer der Pyrazolyl-Gruppen schließen.
Das
31
13
C-NMR-Signal des Carboxylato-Liganden bei 188.7 bzw. 183.8 ppm und das
P-NMR-Signal des Triphenylphosphan-Liganden bei 61.9 bzw. 60.2 ppm stimmen gut mit
den Daten von [TpRu(PPh3)(κ2-O2CCHPh2)][220] (187.0 und 63.7 ppm) überein (siehe auch
Tab. 3). Für 22 können im 1H- und
13
C-NMR-Spektrum die Signale bei 1.00 ppm und 23.5
72
4. Ergebnisse und Diskussion
ppm dem Acetato-Liganden zugeordnet werden. Die
13
C-NMR-Signale der Phenyl-Gruppe
des Benzoato-Liganden von 23 liegen bei 127.1, 127.5, 127.7 und 132.1 ppm.
In den IR-Spektren ist die starke Bande bei etwa 1661 cm–1 auf die asymmetrische
Carboxylat-Schwingung des Bispyrazolylacetato-Liganden zurückzuführen. Die CarboxylatBande des Carboxylato-Liganden ist zumeist verdeckt. Die Resonanz bei 1563 cm–1 ist auf
die C=N-Schwingung der Pyrazolyl-Gruppen zurückzuführen. Im Bereich 1400–1500 cm–1
finden sich eine ganze Reihe von Absorptionen, die auf die C=C-Schwingung der PyrazolylGruppen, den Triphenylphosphan-Liganden und die symmetrische Carboxylat-Schwingung
zurückzuführen sind. Es war jedoch nicht möglich, die einzelnen Banden zuzuordnen.
Komplex
IR (CO2–)
in cm–1
13
C in ppm
CO2– / C=O
31
P in
ppm
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
1653 CH2Cl2
188.7
61.9
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23)
1645 CH2Cl2
183.8
60.2
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
1669 CH2Cl2
169.3
215.8
58.1
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)] (25)
1670 KBr
169.2
n.d.
58.5
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
1659 CH2Cl2
169.7
202.8
57.9
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH2CO2H)] (27)
verdeckt
169.2
215.5
58.2
[CpRu(PPh3)2(κ1-OAc)][219]
1625 KBr
177.6
1
[218]
[CpRu(PPh3)2(κ -O2CPh)]
2
[338]
43.4
1590 Nujol
[CpRu(PPh3)(κ -OAc)]
1520 Benzol
46.1
[Cp*Ru(PPh3)(κ2-OAc)][219]
1440 Benzol
182.1
46.5
[TpRu(PPh3)(κ2-O2CCHPh2)][220]
1526 Benzol
187.0
63.7
Tab. 3: Spektroskopische Daten einiger Cp-, Tp- und bdmpza-Carboxylato-Komplexe
Von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) wurden aus getrockneten und sauerstofffreien Lösungsmitteln, allerdings an Luft, Kristalle erhalten. Die Kristallstruktur zeigt, dass sich ein WasserAddukt [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(H2O)] (22)×H2O gebildet hat (siehe Abb. 69). Die
Anwesenheit des Wasser-Moleküls wird außerdem durch eine Elementaranalyse bestätigt.
Der Abstand d(O(4)···O(5) = 2.720(6) Å) zwischen dem freien Sauerstoffatom des AcetatoLiganden und dem Wasser-Molekül deutet auf eine Wasserstoffbrücke hin. Das Phänomen
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden
O2
C1
N22
N12
N11
C2
O1
N21
Ru1
O3
P1
O5
C61
H50
C62
O4
Abb. 69: Molekülstruktur von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(H2O)] (22)×H2O
Bindungslängen [Å]
Ru-N(11)
Ru-N(21)
Ru-O(1)
Ru-O(3)
Ru-O(5)
Ru-P(1)
C(1)-C(2)
C(2)-O(1)
C(2)-O(2)
C(1)-N(12)
C(1)-N(22)
C(61)-O(3)
C(61)-O(4)
O(4)-O(5)
2.143(3)
2.081(4)
2.096(3)
2.087(3)
1.974(3)
2.3501(14)
1.547(6)
1.295(5)
1.231(5)
1.469(5)
1.446(5)
1.255(6)
1.220(7)
2.720(6)
Bindungswinkel [°]
N(11)-Ru-N(21)
N(11)-Ru-P(1)
N(11)-Ru-O(1)
N(11)-Ru-O(3)
N(11)-Ru-O(5)
N(21)-Ru-P(1)
N(21)-Ru-O(1)
N(21)-Ru-O(3)
N(21)-Ru-O(5)
O(1)-Ru-P(1)
O(1)-Ru-O(3)
O(1)-Ru-O(5)
O(3)-Ru-O(5)
O(3)-C(61)-O(4)
83.42(13)
171.33(10)
86.25(13)
86.85(14)
91.77(14)
98.73(10)
87.24(13)
170.24(13)
91.65(16)
85.46(9)
91.47(12)
177.83(12)
89.31(15)
127.1(6)
Tab. 4: Ausgewählte Strukturdaten von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(H2O)] (22)×H2O
73
74
4. Ergebnisse und Diskussion
des Wasser-Adduktes wird in Kapitel 4.3.1 genauer diskutiert. Die Molekülstruktur belegt die
unsymmetrische Struktur des Komplexes. Der Triphenylphosphan-Ligand koordiniert trans
zu einer Pyrazolyl-Gruppe, der Acetato-Ligand trans zur anderen Pyrazolyl-Gruppe.
Der Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) ist sterisch stärker gehindert als die unsubstituierte
Variante [(bpza)Ru(PPh3)2Cl] (20). Dies zeigt sich in dem viel kleineren Winkel
N(11)-Ru-(N21) von 78.40(15)° im Komplex 21 verglichen mit 86.5(2)° in 20.[201] In
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(H2O)] (22)×H2O beträgt dieser Winkel 83.42(13)° und somit ist
dieser Komplex sterisch wesentlich weniger gehindert als 21. Außerdem ist dieser Winkel fast
genau so groß wie der vergleichbare Winkel N(2)-Ru-N(3) von 85.44(6)° des CarboxylatoKomplexes [TpRu(PPh3)(κ2-O2CCHPh2)] (vgl. Abb. 70).[220]
Abb. 70: Kristallstruktur von [TpRu(PPh3)(κ2-O2CCHPh2)] [220]
Die weiteren Winkel des Fragmentes [(bdmpza)Ru(PPh3)] von 22 und 21 stimmen gut
miteinander überein. Alle drei Bindungen des Bispyrazolylacetato- und die des PhosphanLiganden zum Ruthenium sind in dem Carboxylato-Komplex 22 kürzer als in dem ChloroKomplex 21 (Ru-N(11) 2.143(3) vs. 2.199(6), Ru-N(21) 2.081(4) vs. 2.173(4) und Ru-O(1)
2.096(3) vs. 2.133(3), 2.3501(14) vs. 2.3555(7) Å) und sind ein weiterer Hinweis auf die
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden
75
geringere sterische Hinderung. Die Abstände C(61)-O(3) bzw. C(61)-O(4) des AcetatoLiganden in 22 unterscheiden sich deutlich (1.255(6) bzw. 1.220(7) Å) und beweisen, dass die
Bindung C(61)-O(4) mehr Doppelbindungscharakter als C(61)-O(3) besitzt. Die negative
Ladung ist somit zum größten Teil auf O(3) lokalisiert und daher koordiniert O(3) als Anion
an das Ruthenium. Im Gegensatz dazu ist die negative Ladung des κ2-gebundenen
Carboxylato-Liganden in [TpRu(PPh3)(κ2-O2CCHPh2)] praktisch gleichmäßig verteilt. Dies
zeigt sich in den fast gleich langen Bindungen C(1)-O(1) und C(1)-O(2) von 1.271(3) bzw.
1.263(21) Å. Auch die Abstände Ru-O(1) 2.163(39) Å und Ru-O(2) 2.148(5) Å sind nahezu
identisch.[220]
Die 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexe 24, 25, 26 und 27 zeigen in den 1H- und
13
C-
NMR-Spektren ebenfalls zwei Signalsätze für die Pyrazolyl-Gruppen des Bispyrazolylacetato-Liganden und ein einziges Signal in den
31
P-NMR-Spektren. Das FAB-Massen-
spektrum bestätigt, dass nur noch ein Triphenylphosphan-Ligand am Metall koordiniert ist.
Die 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexe besitzen demnach auch eine unsymmetrische
Geometrie, mit dem Phosphan-Ligand trans zu einer der Pyrazolyl-Gruppen. Das Signal der
Carboxylat-Gruppe der 2-Oxocarboxylato-Liganden unterscheidet sich im
13
C-NMR-
Spektrum mit 169.3 (24), 169.2 (25), 169.7 (26) und 169.2 ppm (27) deutlich von dem Signal
der κ2-gebundenen Carboxylat-Gruppe der Carboxylato-Liganden (188.7 (22) bzw. 183.8
ppm (23)) (siehe Tab. 3). Es ist der κ1-gebundenen Carboxylat-Gruppe des Bispyrazolylacetato-Liganden (20–27 168.0–169.3 ppm) sehr ähnlich und spricht somit für eine κ1-Koordination der 2-Oxocarboxylat-Carboxylat-Gruppe. Das Signal bei 215.8 (24), 202.8 (26) und
215.5 (27) ist auf die Keton-Gruppe des 2-Oxocarboxylato-Liganden zurückzuführen und ist
im Vergleich zum Thalliumsalz stark zu tieferem Feld verschoben (z.B. Phenylglyoxylat:
197.0 (6) → 202.8 ppm (26)). Anhand dieser Daten kann man auf eine κ2O1,O2-Koordination
des 2-Oxocarboxylato-Liganden schließen.
Im Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) können die 1H- und 13C-NMR-Signale
bei 2.07 ppm und 25.9 ppm dem Pyruvato-Liganden zugeordnet werden. Der 2-OxobutyratoLigand in 25 spaltet im 1H-NMR-Spektrum in ein Triplett bei 0.95 ppm und Doppel-Quartett
bei 2.09 und 2.66 ppm auf („ABX3-System“). Diese Aufspaltung kommt dadurch zustande,
dass die Methylenprotonen aufgrund der Chiralität der Verbindung diastereotop sind. Die
Phenylglyoxylat-Gruppe in 26 zeigt im 1H-NMR-Spektrum Signale bei 7.33, 7.52 und 8.33
76
4. Ergebnisse und Diskussion
ppm. [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH2CO2H)] (27) bildet zwei Isomere, mit verkürzten
Reaktionszeiten kann die Bildung des zweiten Isomers jedoch zum großen Teil unterdrückt
werden. Da der Komplex chiral gebaut ist, bilden die CH2-Protonen der beiden Methyleneinheiten des 2-Oxoglutarato-Liganden im
1
H-NMR-Spektrum ein ABXY-System mit
Signalen bei 2.05, 2.26, 2.37 und 2.95 ppm. Das
13
C-NMR-Spektrum zeigt zwei Methylen-
Kohlenstoff-Signale bei 26.9 und 34.5 ppm sowie ein zusätzliches Carbonsäure-Signal bei
174.1 ppm.
Die starke IR-Schwingung der 2-Oxocarboxylato-Komplexe 24, 25, 26 und 27 bei etwa 1656
cm–1 ist auf die asymmetrische Carboxylat-Schwingung des Bispyrazolylacetato-Liganden
zurückzuführen. Daneben ist bei etwa 1660–1670 cm–1 eine weitere Bande vorhanden, die
vermutlich auf die Carboxylat-Gruppe des 2-Oxocarboxylato-Liganden zurückzuführen ist.
Die Resonanz bei 1563 cm–1 stammt von der C=N-Schwingung der Pyrazolyl-Gruppen. Die
Absorptionen im Bereich 1400–1500 cm–1 sind auf die C=C-Schwingung der PyrazolylGruppen, den Triphenylphosphan-Liganden und die symmetrische Carboxylat-Schwingung
zurückzuführen. Es war auch hier nicht möglich, die einzelnen Banden zuzuordnen.
Bindungslängen [Å]
Ru-N(11)
Ru-N(21)
Ru-O(1)
Ru-O(3)
Ru-O(5)
Ru-P(1)
C(1)-C(2)
C(2)-O(1)
C(2)-O(2)
C(1)-N(12)
C(1)-N(22)
C(61)-C(62)
C(61)-O(3)
C(61)-O(4)
C(62)-O(5)
2.170(3)
2.074(3)
2.086(3)
2.095(2)
2.078(3)
2.322(2)
1.551(4)
1.292(4)
1.224(4)
1.466(4)
1.451(4)
1.550(5)
1.282(4)
1.237(4)
1.258(4)
Torsionswinkel [°]
Bindungswinkel [°]
N(11)-Ru-N(21)
N(11)-Ru-P(1)
N(11)-Ru-O(1)
N(11)-Ru-O(3)
N(11)-Ru-O(5)
N(21)-Ru-P(1)
N(21)-Ru-O(1)
N(21)-Ru-O(3)
N(21)-Ru-O(5)
O(1)-Ru-P(1)
O(1)-Ru-O(3)
O(1)-Ru-O(5)
O(3)-Ru-O(5)
O(3)-C(61)-O(4)
81.95(11)
173.28(7)
86.71(11)
90.44(11)
93.11(11)
98.45(9)
88.79(11)
171.96(9)
100.66(11)
86.59(9)
93.36(11)
170.44(8)
77.08(10)
125.0(3)
O(3)-C(61)-C(62)-O(5) - 0.3(5)
O(5)-C(62)-C(63)-C(68) 20.4(4)
Tab. 5: Ausgewählte Strukturdaten von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden
O2
C1
N12
C2
N22
N21
N11
O1
Ru1
O3
C61
P1
O5
C62
C68
O4
C63
Abb. 71: Molekülstruktur von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
Abb. 72: Aktives Zentrum der Taurin-Dioxygenase (TauD) mit gebundenem
Substrat Taurin und Co-Substrat 2-Oxoglutarat (PDB-Code: 1GY9)[43]
77
78
4. Ergebnisse und Diskussion
Zunächst wurde erfolglos versucht, röntgenfähige Kristalle des Phenylglyoxylato-Komplexes
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) aus gängigen Lösungsmitteln wie Methylenchlorid
oder 1,2-Dichlorethan zu erhalten. Mit 1,2-Dichlorethan und Spuren von Methanol und H2O
(etwa 400:2:1, v/v/v) wurde ein sehr gut geeignetes Lösungsmittelgemisch für die Kristallzucht gefunden. Die so erhaltene Kristallstruktur zeigt den Triphenylphosphan-Ligand trans
zu einer Pyrazolyl-Gruppe und beweist somit die unsymmetrische Geometrie (siehe Abb. 71).
Der 2-Oxocarboxylato-Ligand bindet mit der Carboxylat-Gruppe trans zu einer PyrazolylGruppe und der Keto-Gruppe trans zur Bispyrazolylacetat-Gruppe. Diese Anordnung entspricht genau der Koordination des 2-Oxoglutarat Co-Substrates im aktiven Zentrum der
2-Oxoglutarat-abhängigen Enzyme (siehe Abb. 72).
Der Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) sollte sterisch etwas stärker gehindert
sein als [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(H2O)] (22)×H2O, aber etwas weniger als der ChloroKomplex [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21). Dies spiegelt sich im Winkel N(11)-Ru-(N21) wieder,
der mit 81.95(11)° im Komplex 26 etwas kleiner ist als in 22×H2O (83.42(13)°), sowie etwas
größer als in 21 (78.40(15)°). Auch im Phenylglyoxylato-Komplex 26 sind alle drei Bindungen des Bispyrazolylacetato- und die des Phosphan-Liganden an das Ruthenium kürzer als in
dem Chloro-Komplex 21 (Ru-N(11) 2.170(3) vs. 2.199(6), Ru-N(21) 2.074(3) vs. 2.173(4)
und Ru-O(1) 2.086(3) vs. 2.133(3), Ru-P(1) 2.322(2) vs. 2.3555(7) Å). Die weiteren Winkel
des [(bdmpza)Ru(PPh3)]-Fragments im Phenylglyoxylato-Komplex 26 stimmen gut mit den
Werten des Acetato-Komplexes 22×H2O und des Chloro-Komplexes 21 überein. Die
Abstände C(61)-O(3) = 1.282(4) Å und C(61)-O(4) = 1.237(4) Å veranschaulichen, dass die
Bindung C(61)-O(4) mehr Doppelbindungscharakter als C(61)-O(3) besitzt. Diese Werte sind
den Bindungslängen des Komplexes [(TptBu,iPr)Fe(O2CC(O)Ph)] recht ähnlich (1.268(16) bzw.
1.218(17) Å) (vgl. Kapitel 2.3.2.1, Abb. 41).[209] Auch der Abstand C(62)-O(5) = 1.258(4) Å
von 26 ist mit dem Eisen-Komplex (1.240(15) Å) vergleichbar. Die Abstände Ru-O(3) mit
2.095(2) Å und Ru-O(5) mit 2.078(3) Å sind nahezu identisch. Im Tp-Eisen-Komplex
hingegen unterscheiden sich diese Bindungen sehr stark (1.976(16) und 2.260(17) Å). Der
Torsionswinkel O(3)-C(61)-C(62)-O(5) der 2-Oxocarboxylat-Funktion in Komplex 26 ist mit
-0.3(5)° praktisch planar. Der Torsionswinkel O(5)-C(62)-C(63)-C(68) mit 20.4(4)° weist
außerdem auf eine Konjugation des π-Systems über den gesamten Liganden hin. Im Vergleich
hierzu ist die 2-Oxocarboxylat-Funktion des Phenylglyoxylato-Eisen-Komplexes mit einem
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden
79
Torsionswinkel von 10.84(133)° stärker verdreht. Die Phenyl-Gruppe ist lediglich um
5.19(152)° gedreht und somit gibt es auch hier eine Konjugation über den PhenylglyoxylatoLiganden.
4.2.2 Quantenmechanische Rechnungen zu MLCT-Übergängen in 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Modell-Komplexen
Die beiden Carboxylato-Komplexe 22 und 23 haben wie das Edukt 21 eine gelbe Farbe. Die
2-Oxocarboxylato-Komplexe hingegen haben eine charakteristische dunkelviolette (26) oder
rotbraune (24, 25 und 27) Farbe, wie die UV/Vis-Spektren zeigen (siehe Abb. 73).
10000
A
-1
ε [M cm ]
7500
-1
5000
2500
B
0
400
500
600
700
Wellenlänge [nm]
Abb. 73: UV/Vis-Spektren von (A) [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) (—) und
(B) [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) (--) in CH2Cl2.
Die Spektren von 25 und 27sind nahezu identisch zu 24.
Auch 2-Oxoglutarat-abhängige Eisen-Oxygenasen zeigen unter anaeroben Bedingungen nach
Zugabe von Fe(II)-Salzen und 2-Oxoglutarat eine violette Farbe mit einer Bande bei etwa
530 nm im UV/Vis-Spektrum, z.B. [TauD:Fe(II):2-OG] λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 530 (140).[216]
Diese Bande wird auch in vergleichbaren Eisen-Modell-Komplexen wie z.B. [(TpPh2)Fe-
80
4. Ergebnisse und Diskussion
(O2CC(O)Ph] λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 531 (540) gefunden (vgl. mit Abb. 73) und auf MetallLigand-Charge-Transfer-Übergänge (MLCT) zurückgeführt.[11,
211-216]
Betrachtet man die
Orbital-Überlappung von dem Fe2+ dyz-Orbital mit dem 2-Oxoglutarat π*-Orbital erwartet
man einen MLCT-Übergang. Genau genommen erkennt man in den experimentellen Spektren
jedoch drei MLCT-Banden, die beiden anderen Übergänge werden durch die Fe2+ dx2-y2- und
dz2-Orbitale hervorgerufen.[213-215] Die Extinktionskoeffizienten der 2-OxocarboxylatoRuthenium-Komplexe 24–27 sind jedoch etwa 20-mal größer als bei 2-Oxoglutaratabhängigen Enzymen oder vergleichbaren Eisen-Modell-Komplexen.
Es liegt nahe, dass es sich bei den Ruthenium-Modell-Komplexen ebenfalls um MLCTÜbergänge handeln könnte. Hierzu wurden in unserem Arbeitskreis von E. Hübner DFTRechnungen für die Ruthenium-Komplexe [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) und
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) durchgeführt (siehe auch Kapitel 4.2.1). Verglichen
mit den HOMO-LUMO-Energiedifferenzen der gemessenen λmax-Werte sind die berechneten
Differenzen etwa um den Faktor 2.5 zu klein. Dieses Verhalten ist bekannt und hat
theoretische Gründe.[339] Laut den DFT-Rechnungen sollte sich die längstwellige Absorptionsbande um etwa 150 nm zu kürzeren Wellenlängen verschieben, wenn man von
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) zu [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) geht. In
den Komplexen 24, 25 und 27 findet man diese Verschiebung, allerdings in kleinerem Maße
(etwa 80 nm zu kürzerer Wellenlänge, vgl. Abb. 73).
Abb. 74 zeigt die HOMO- und LUMO-Orbitale von 24 und 26. In beiden Fällen ist das
HOMO am Ruthenium-Zentrum lokalisiert und zwei weitere MOs liegen energetisch nur ein
wenig darunter. Die Konturplots dieser Orbitale zeigen Geometrien, die für dxy, dxz und dyzOrbitale typisch und in Übereinstimmung mit einem d6-Low-Spin-Ruthenium(II)-Komplex
sind. Somit sind alle sechs d-Elektronen für einen HOMO-LUMO-Übergang verfügbar. In
den Ruthenium-Komplexen sind zwei HOMO-Orbitale ideal zu dem LUMO ausgerichtet und
somit sollte eine sehr gute Orbital-Überlappung möglich sein. Da es sich im Vergleich zu den
3d-Orbitalen der Eisen(II)-Modell-Komplexe um größere 4d-Orbitale des Ruthenium(II)
handelt, sollte zudem die Orbital-Überlappung in den Ruthenium-Modell-Komplexen besser
als bei Eisen-Modellen und in Enzymen sein. Zusammen machen diese Effekte die 20-fach
größeren Extinktionskoeffizienten der Ruthenium-Modell-Komplexe 24–27 im Gegensatz zu
den Eisen(II)-Modellen bzw. den 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen plausibel.
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden
81
a)
b)
Abb. 74: Konturplots (DFT-Rechnungen) der delokalisierten HOMOs (links) und
LUMOs (rechts) von (a) [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) und
(b) [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
Die LUMO-Orbitale in 24 und 26 sind auf den 2-Oxocarboxylato-Liganden lokalisiert (siehe
Abb. 74) und bilden sich aus dem pz-Orbital der Keto-Gruppe und dem konjugierten
Carboxylat-pz-Orbital. Ähnliches berichtet die Arbeitsgruppe Solomon über Eisen(II) und
einem Pyruvato-Liganden, welcher über das π*-LUMO bindet.[214] In 26 ist das LUMO auch
in das aromatische System der Phenyl-Gruppe des 2-Oxocarboxylato-Liganden delokalisiert.
82
4. Ergebnisse und Diskussion
Dieses vergrößerte LUMO kann die mit 80 nm stark unterschiedlichen Wellenlängen der
längstwelligen Absorptionsbanden von 24 und 26 erklären (siehe Abb. 73).
Die aus den quantenmechanischen Berechnungen erhaltenen Konturplots der HOMO- und
LUMO-Orbitale von 24 und 26 belegen somit den vermuteten MLCT-Effekt von Ruthenium(II) zum koordinierten 2-Oxocarboxylato-Liganden. Obwohl die Ruthenium(II)-Komplexe 24 und 26 eine Low-Spin-t2g6-Konfiguration haben, ist der HOMO-LUMO-Abstand mit
dem von t2g4eg2-Eisen-Zentren in 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen vergleichbar.
4.2.3 Vergleich der Modell-Komplexe mit Enzymen
Wie bereits in Kapitel 4.2.1 erwähnt, bindet in den 2-Oxocarboxylato-Modell-Komplexen der
Oxocarboxylato-Ligand mit der Carboxylat-Gruppe trans zu einer Pyrazolyl-Gruppe und der
Keto-Gruppe trans zur Bispyrazolylacetat-Gruppe. Diese Anordnung ist somit identisch mit
der Koordination des 2-Oxoglutarat Co-Substrates im aktiven Zentrum von 2-Oxoglutaratabhängigen Enzymen. Dort bindet ebenfalls die Carboxylat-Gruppe trans zur HistidinImidazol-Gruppe und die Keto-Gruppe trans zur Asparagin- bzw. Glutaminsäure-CarboxylatGruppe (vgl. Abb. 75). Die 2-Oxocarboxylato-Komplexe sind demnach gute strukturelle
Modelle für 2-Oxoglutarat-abhängige Enzyme.
His
Asp/
Glu His
N
Fe
H2 O O
-
O2 C
ON
Ru
O
O
Ph3P O
R
O
O
Abb. 75: Koordination des 2-Oxocarboxylato-Liganden in 2-Oxoglutarat-abhängigen
Enzymen[4] und in 2-Oxocarboxylato-Modell-Komplexen
In den Modellen mit Pyruvat 24, 2-Oxobutyrat 25 und Phenylglyoxylat 26 fehlt die
endständige Carboxylat-Gruppe des 2-Oxoglutarats. Die DAOCS-Mutante R258Q zeigt
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden
83
jedoch auch mit 2-Oxocarboxylaten wie Pyruvat und 2-Oxo-3-methyl-butanoat Aktivität.
Man kann daraus folgern, dass die 2-Oxo-Gruppe des Co-Substrats von entscheidender
Bedeutung ist und es sich somit bei den Verbindungen 24, 25 und 26 ebenfalls um gute
Modell-Komplexe handelt.
2-Oxocarboxylato-Modell-Komplexe kann man durch Umsetzung von CarboxylatoKomplexen mit 2-Oxocarbonsäuren erhalten (siehe Kapitel 4.2.1). Dabei wird ein Carboxylato-Ligand durch einen 2-Oxocarboxylato-Liganden aus dem Komplex verdrängt. Diese
Reaktion ist mit der Regeneration der 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzyme vergleichbar. Bei
diesen wird das 2-Oxoglutarat Co-Substrat vor der Oxidation des Substrates zu Succinat
umgewandelt. Danach wird das Succinat durch ein neues 2-Oxoglutarat ersetzt und das
Enzym kann den nächsten Katalysezyklus eingehen (siehe Abb. 76). Dieser Regenerationsschritt kann mit den Modell-Komplexen gut nachgebildet werden.
+ O2
O
O
-
-
O2C
O
O
H2O
His
Fe Asp
O2C
O
+ 2-Oxoglutarat
+ Substrat
O
His
Fe Asp
O
O
His
C
His
- Succinat, - CO2
- oxidiertes Substrat
N
ON
N
Ru
Ru
Ph3P O
Ph
ON
Ph3P O
O
+ HO2CC(O)Ph
O
- HO2CPh
O
Ph
Abb. 76: Verdrängung eines Carboxylato- durch einen 2-Oxocarboxylato-Liganden
im Enzym und im Modell-Komplex
84
4. Ergebnisse und Diskussion
4.2.4 Cp-Carboxylato-Komplexe
Um in den durchgeführten Versuchen zur Oxidationskatalyse (siehe Kapitel 4.5) die
verwendeten Bispyrazolylacetato-Carboxylato-Komplexe mit anderen Komplexen vergleichen zu können, wurden ein Cp-Carboxylato- und ein Cp-2-Oxocarboxylato-Komplex synthetisiert. In der Literatur werden Komplexe wie [CpRu(PPh3)2(κ1-OAc)] mit Hilfe von Silbercarbonsäuresalzen[218] oder [CpRu(PPh3)(κ2-OAc)] durch Ligandenverdrängung[219] erhalten
(siehe Kapitel 2.3.2.1). Eine neue Syntheseroute zu Cp-Carboxylato-Komplexen ist die
Umsetzung mit Thalliumcarboxylaten analog zu den bereits beschriebenen Bispyrazolylacetato-Carboxylato-Komplexen (siehe Abb. 77). Im Gegensatz zu den BispyrazolylacetatoTriphenylphosphan-Komplexen mit κ2-gebundenem Carboxylato-Liganden entstehen hierbei
κ1O1-Carboxylato-Bis(triphenylphosphan)-Komplexe.
Ein möglicher Grund wäre die geringere sterische Hinderung im Cp-Komplex im Vergleich
zum Bispyrazolylacetato-Komplex. Des weiteren werden die literaturbekannten κ2O1O1’Carboxylato-Monotriphenylphosphan-Ruthenium-Komplexe wie z.B. [CpRu(PPh3)(κ2-OAc)]
ausgehend von Monotriphenylphosphan-Ruthenium-Komplexen synthetisiert.[219, 338]
Ph3P Ru Cl
Ph3P
56
+ Tl[O2C-R]
- TlCl
R = Me
(4)
C(O)Ph (6)
O
Ph3P Ru O
Ph3P
R
R = Me
(57)
C(O)Ph (58)
Abb. 77: Darstellung der Cp-Carboxylato-Komplexe
Die 1H- bzw.
13
C-NMR-Signale von 57 bei 1.82 bzw. 24.9 und 178.9 ppm können dem
Acetato-Liganden, die bei 4.28 bzw. 79.2 ppm dem Cp-Liganden zugeordnet werden. Die
Integrale im 1H-NMR-Spektrum und die Triplett-Aufspaltungen der meta-, ortho- und ipsoTriphenylphosphan-Kohlenstoffatome sind auf zwei koordinierte TriphenylphosphanLiganden zurückzuführen. Da der Komplex symmetrisch gebaut ist, zeigt das
31
P-NMR-
Spektrum ein Singulett-Signal bei 42.8 ppm. Die spektroskopischen Daten stimmen somit mit
den Literaturwerten überein.[218, 219]
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden
Die
13
85
C-NMR-Daten des Phenylglyoxylato-Liganden im Komplex 58 bei 173.9 (CO2–) und
192.5 ppm (C=O) sprechen für eine κ1O1-Koordination als Carboxylato-Ligand. Die TriplettAufspaltungen der meta-, ortho- und ipso-Triphenylphosphan-Kohlenstoffatome im
13
C-NMR-Spektrum deuten auf zwei am Metallzentrum gebundene Triphenylphosphan-
Liganden hin. Die Signale des Cp-Liganden liegen im 1H- bzw. 13C-NMR-Spektrum bei 4.39
bzw. 79.2 ppm. Das
31
P-NMR-Signal bei 41.7 ppm ist ein Hinweis auf eine symmetrische
Geometrie des Komplexes. Das FAB-Massenspektrum bestätigt die Koordination eines
Phenylglyoxylato- und zweier Triphenylphosphan-Liganden.
4.2.5 Weitere Umsetzungen mit Thalliumcarboxylaten
Die im vorigen Abschnitt beschriebene Methode, Carboxylato-Komplexe über die Thalliumsalze zu erhalten, sollte auch mit vielen anderen Carbonsäuren erfolgreich sein. Im Folgenden
werden die Versuche, weitere Carboxylato-Komplexe zu erhalten, diskutiert.
4.2.5.1 Ruthenium-Modell-Komplex mit der Aminosäure Glycin
Wie bereits im Kenntnisstand beschrieben, wird das Pflanzenhormon Ethylen durch die
1-Amino-1-cyclopropancarboxylat-Oxidase (ACCO) aus 1-Aminocyclopropancarboxylat
gebildet (siehe Kapitel 2.1.4). Die Variante, Carboxylato-Komplexe aus den Thalliumcarboxylaten zu erhalten, sollte auch auf Aminocarbonsäuren erweiterbar sein. 1-Aminocyclopropancarboxylat ist käuflich erwerbbar, aber sehr teuer. Um kostspielige Fehlversuche zu
H
CO2-
CO2-
H
NH3+
NH3+
Glycin
1-Aminocyclopropancarboxylat
Abb. 78: Vergleich von Glycin und 1-Aminocyclopropancarboxylat
86
4. Ergebnisse und Diskussion
vermeiden, wurde daher zuerst versucht, mit der vergleichbaren Aminosäure Glycin einen
Ruthenium-Modell-Komplex zu erhalten (vgl. Abb. 78).
Die Reaktionsführung erfolgte analog zu den bereits beschriebenen Carboxylato-Komplexen.
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] und Thalliumglycinat reagieren bei Raumtemperatur nach drei Tagen
zu [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CCH2NH2)] (28). Das 1H-NMR-Spektrum zeigt eine Vielzahl an
Signalen, die nur teilweise zugeordnet werden können. Vermutlich wird dies durch zwei
Isomere des Glycinato-Komplexes verursacht (siehe Abb. 79). Die Bande im IR-Spektrum bei
1661 cm–1 ist auf den Bispyrazolylacetato-Liganden zurückzuführen. Die Koordination des
Glycinato-Liganden wird durch den M+-Peak im FAB-Massenspektrum bestätigt.
Me
Me
Me
N
N
Me
N
O
N
Me
Me
Ru
Ph3P Cl
N
28a
TlO2CCH2NH2
ON
PPh3
Me
N
O
ON
Ph3P O
Me
N
Me
O
Me
N
21
Me
Ru
NH2
N
O
ON
Ru
Ph3P O
Me
28c
NH2
O
Abb. 79: Bildung eines Glycinato-Ruthenium-Komplexes
Analog zu den Carboxylato-Komplexen 22 und 23 sollte das Glycin κ2O1O1’ über die
Carboxylat-Gruppe an das Ruthenium koordinieren (Isomer 28a). Im zweiten Isomer bindet
das Glycin κ2O1N1 über die Carboxylat- und die Amin-Gruppe an das Ruthenium, wobei die
beiden funktionellen Gruppen trans zur Carboxylat- bzw. Pyrazol-Gruppe des Bispyrazolylacetato-Liganden stehen können. Vermutlich bildet sich analog zu den NO, CO, SO2 und
Pyridin-Addukt-Komplexen das Isomer 28c, bei dem die Amin-Gruppe trans zum Pyrazol
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden
87
bindet (vgl. Kapitel 4.3.2–4.3.4 und 4.3.10). Es könnte aber auch das Isomer 28b entstehen,
bei welchem die Amin-Gruppe trans zum Carboxylat bindet.
Um mehr Informationen über die unterschiedlichen Isomere zu erhalten, wurden DFTRechnungen durchgeführt (siehe Abb. 80). Das Isomer 28c, welches als eines der vorliegenden Isomere vermutet wird, ist demnach mit Abstand am günstigsten und sollte aufgrund
des großen Energieunterschiedes das einzige vorkommende Isomer sein. Das zweite
angenommene Isomer 28a ist ungünstiger als die Geometrie 28b mit der Amin- bzw. der
Carboxylat-Gruppe trans zur Carboxylat- bzw. Pyrazol-Gruppe des BispyrazolylacetatoLiganden.
Das 31P-NMR-Spektrum liefert möglicherweise einen Hinweis, dass die Isomere 28b und 28c
vorliegen. In den κ2-Carboxylato-Komplexen 22 und 23 liegen die Signale des Triphenylphosphan-Liganden bei 61.9 bzw. 60.2 ppm und bei den κ1-Carboxylato-AcetonitrilKomplexen 43 und 44 (siehe Kapitel 4.3.9) bei 53.4 und 53.6, 51.9 ppm. In dem Spektrum
des Glycinato-Komplexes findet man zwei Signale bei 55.0 und 56.1 ppm. Diese sind den
Verschiebungen in den κ1-Carboxylato-Acetonitril-Komplexen sehr ähnlich und daher ein
Hinweis auf eine κ2O1N1-Koordination der Glycin-Carboxylat-Gruppe in beiden vorliegenden
Isomeren.
N
N
ON
Ru
Ph3P O
ON
N
Ru
O
Ph3P NH2
ON
Ru
O
Ph3P O
O
O
NH2
NH2
28a
„0“ kJmol–1
28b
-25.7 kJmol–1
28c
-45.3 kJmol–1
Abb. 80: Die berechneten Energieunterschiede der möglichen
Isomere von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CCH2NH2)]
Der gewünschte Glycinato-Komplex ist somit sehr wahrscheinlich entstanden. Es handelt sich
hierbei um ein strukturelles Modell für die 1-Amino-1-cyclopropancarboxylat-Oxidase, bei
der das 1-Aminocyclopropancarboxylat über die Carboxylat- und die Amin-Gruppe an das
Zentralmetall koordiniert. Allerdings erschwert die Bildung zweier Isomere die vollständige
Charakterisierung des Modell-Komplexes.
88
4. Ergebnisse und Diskussion
Im Prinzip spricht also nichts gegen einen Versuch, einen Ruthenium-Komplex mit 1-Aminocyclopropancarboxylat zu synthetisieren. Möglicherweise verhindert der größere sterische
Anspruch oder die starre Geometrie am quaternären Kohlenstoffatom sogar die Bildung eines
zweiten Isomers. DFT-Rechnungen ergeben, dass ein 1-AminocyclopropancarboxylatoRuthenium-Komplex und der Glycinato-Komplex energetisch praktisch gleich günstig sind.
Des Weiteren ist beim 1-Aminocyclopropancarboxylato-Komplex der Energieunterschied
zwischen den beiden wahrscheinlichsten Isomeren im Vergleich zum Glycinato-Komplex
geringfügig größer (3 kJmol–1) (vgl. Abb. 80 sowie Abb. 81). Möglicherweise bildet sich
daher im realen Experiment nur ein einziges Isomer oder zumindest ein Hauptisomer und ein
zweites Isomer nur zu einem geringeren Anteil.
N
ON
N
N
Ru
Ru
Ph3P O
ON
O
NH2
„0“ kJmol–1
Ph3P NH2
ON
Ru
O
Ph3P O
O
O
-26.1 kJmol–1
NH2
-49.0 kJmol–1
Abb. 81: Berechnete Daten der drei möglichen Isomere von [(bdmpza)Ru(PPh3)(ACC)]
Andererseits existieren bislang noch keine Proteinstrukturen der 1-Amino-1-cyclopropancarboxylato-Oxidase mit gebundenem 1-Aminocyclopropancarboxylat. Daher lässt sich nicht
sagen, welches der drei Isomere die Verhältnisse im Enzym nachbildet. Die Koordinationsweise des 1-Aminocyclopropancarboxylats ist im Enzym eventuell auch durch die Enzymtasche bedingt.
4.2.5.2 Acrylato-Ruthenium-Komplex
Acrylsäure ist die einfachste ungesättigte Carbonsäure und ein wichtiges Ausgangsprodukt für
die Herstellung von Kunststoffen. Hierfür kommen Metallkatalysatoren zum Einsatz und
daher wurde überprüft, ob es möglich ist, einen Acrylato-Bispyrazolylacetato-RutheniumKomplex zu synthetisieren (Abb. 82).
4.2 Ruthenium-Komplexe mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Liganden
89
Der M+-Peak des FAB-Massenspektrums beweist die Koordination des Acrylato-Liganden
und die Struktur [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CCH=CH2)] (29). Im IR-Spektrum sind die typischen
Banden des Bispyrazolylacetato-Liganden bei 1662 cm–1 ( ~ν (CO –) ) und bei 1564 cm–1
2
1
(C=N-Schwingung) zu finden. Die H-,
13
C- und
31
asym
P-NMR-Spektren zeigen einen doppelten
Signalsatz, der für zwei Isomere spricht und zum größten Teil zugeordnet werden konnte.
Lediglich die Acrylat-Carboxylat-Gruppe zeigt nur einziges Signal bei 174.5 ppm. Diese
Verschiebung deutet auf eine κ1-gebundene Carboxylat-Gruppe des Acrylato-Liganden hin
(vgl. Abb. 83; 29b und 29c). Eine weitere Bindung an das Zentralmetall erfolgt vermutlich
über die Ethylen-Gruppe der Acrylsäure. Für diese Koordinationsweise kommen wiederum
zwei Isomere in Frage. Das Acrylat-Carboxylat bzw. Olefin kann einmal trans zur
Carboxylat-Gruppe des Bispyrazolylacetato-Liganden bzw. einmal trans zu einer PyrazolGruppe koordinieren. Allerdings sollten sich bei diesen beiden Isomeren die AcrylatCarboxylat-Gruppen im 13C-NMR-Spektrum von einander unterscheiden. Wie schon bei dem
Glycinato-Komplex diskutiert, sollte hier das Isomer mit dem Olefin trans zu einem Pyrazol
günstiger sein (Isomer 29c). Als zweites Isomer sollte analog zu den Carboxylato-Komplexen
22 und 23 allerdings ein κ2 über die Acrylat-Carboxylat-Gruppe gebundenes Isomer 29a am
wahrscheinlichsten sein und ein 13C-NMR-Signal bei etwa 185 ppm hervorrufen.
Me
Me
Me
N
N
Me
N
O
N
Me
Me
Ru
Ph3P Cl
N
29a
TlO2CCH=CH2
ON
PPh3
Me
N
O
ON
Ph3P O
Me
N
Me
O
Me
N
21
Me
Ru
N
O
ON
Ru
Ph3P O
O
Abb. 82: Reaktion mit Thalliumacrylat
Me
29c
90
4. Ergebnisse und Diskussion
Um weitere Hinweise für die vermutlich vorliegenden Strukturen zu erhalten, wurden DFTRechnungen durchgeführt (siehe Abb. 83). Wie erwartet ist das Isomer 29a mit der κ2-gebundenen Acrylat-Carboxylat-Gruppe am günstigsten. Die beiden Isomere mit κ1-gebundener
Carboxylat-Gruppe und einer zweiten Koordination über das endständige Olefin sind etwa
gleich günstig. Unerwarteterweise ist die Geometrie 29b mit dem Olefin trans zur
Carboxylat-Gruppe des Bispyrazolylacetato-Liganden ein wenig stabiler.
Einen Hinweis für das Vorliegen eines Isomers mit κ2- und einem mit κ1-gebundener
Carboxylat-Gruppe liefert das NMR-Spektrum. In den κ2-Carboxylato-Komplexen 22 und 23
liegen die 31P-Signale des Triphenylphosphan-Liganden bei 61.9 bzw. 60.2 ppm und bei den
κ1-Carboxylato-Pyridin-Komplexen 47 und 48 (siehe Kapitel 4.3.10) bei 49.7 und 50.5 ppm.
In dem Spektrum des Acrylato-Komplexes findet man zwei Signale bei 60.8 und 50.4 ppm.
Ersteres liegt im Bereich der κ2-Carboxylato-Komplexe 22 und 23 und das zweite Signal ist
mit den Verschiebungen der κ1-Carboxylato-Pyridin-Komplexe 47 und 48 praktisch identisch.
Daher liegt sehr wahrscheinlich ein Gemisch aus 29a und einem der beiden Isomere mit
κ1-gebundener Acrylat-Carboxylat-Gruppe 29b oder 29c vor.
N
ON
N
Ru
Ph3P O
ON
N
Ru
Ru
O
Ph3P
Ph3P O
O
O
29a
„0“ kJmol–1
ON
29b
+ 22.4 kJmol–1
O
29c
+ 26.1 kJmol–1
Abb. 83: Die möglichen Isomere von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CCH=CH2)]
und die berechneten Energieunterschiede
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
4.3 Reaktivität
von
Carboxylato-
und
91
2-Oxocarboxylato-
Ruthenium-Komplexen
4.3.1 Reversible Bildung eines Wasser-Adduktes [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(OH2)] (22)×H2O
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) wurde an Luft kristallisiert und die Molekülstruktur zeigte,
dass sich ein Wasser-Addukt gebildet hat. (siehe Kapitel 4.2.1, Abb. 69). Die NMR-Spektren
des Komplexes und der Kristalle unterscheiden sich jedoch nicht. Um dieses Phänomen
genauer zu untersuchen, wurde eine Probe des Komplexes sorgfältig getrocknet. Das NMRSpektrum änderte sich hierbei nicht. Nach Zugabe von 3 eq Wasser zu einer Probe in CD2Cl2
beobachtete man im 1H- und
13
C-NMR-Spektrum einen zweiten Acetato- und Bispyrazolyl-
acetato-Signalsatz (siehe Abb. 84). Dies wird auf die Bildung des Wasser-Adduktes 22×H2O
zurückgeführt (siehe Abb. 85).
(c)
(b)
(a)
6.25
6.00
5.75
ppm
Abb. 84: 1H-NMR-Spektren von trockenem (a), mit 3 eq Wasser versetztem (b) und wieder
getrocknetem Acetato-Komplex (c) im Bereich der CH- und Pyrazolyl-Protonen
Wird der Wasserüberschuss auf 10 eq erhöht, ändert sich das NMR-Spektrum nicht mehr. Die
Bildung des Wasser-Adduktes ist demnach eine Gleichgewichtsreaktion, die mit 1 eq Wasser
überwiegend auf der Seite des wasserfreien Komplexes zu liegen scheint. Im Wasser-AdduktKomplex 22×H2O ändern sich die chemischen Verschiebungen der Protonen und der
92
4. Ergebnisse und Diskussion
Kohlenstoffatome des Acetato-Liganden sowie das Phosphor-Signal des TriphenylphosphanLiganden besonders deutlich. Das 13C-NMR-Signal der Acetat-Gruppe wird zu höherem Feld
verschoben (189.0 → 187.4 ppm). Eine ähnliche Verschiebung wurde schon von H. Alper et
al. bei der Bildung von [Ru(OAc)2(H2O)(Ph2PProMe)2] beobachtet.[340] NMR-Proben von
Natriumacetat bzw. Essigsäure in CD2Cl2 zeigen im 13C-NMR-Signale bei 181.7 bzw. 178.3
ppm. Die Dissoziation des Acetato-Liganden, eine mögliche Bildung von Essigsäure und die
Bildung eines Komplexes [(bdmpza)Ru(PPh3)(H2O)2][OAc] bzw. [(bdmpza)Ru(PPh3)(H2O)(OH)] mit HOAc kann somit ausgeschlossen werden. Im Gegensatz hierzu bildete sich bei der
Kristallisation von [TpRu(pn)(O3SCF3)] in der Arbeitsgruppe Kirchner der neue Komplex
[TpRu(pn)(H2O)][O3SCF3)].[341] Diese Reaktion konnte ebenfalls durch gezielte Zugabe von
Wasser reproduziert werden. Die NMR-Probe des Acetato-Wasser-Adduktes wurde zuletzt
gründlich unter Wärmezufuhr im Hochvakuum getrocknet und es waren keine Signale des
Wasser-Adduktes mehr zu erkennen (siehe Abb. 84). Demnach ist die Bildung des WasserAdduktes 22×H2O reversibel.
Me
Me
N
N
Me
O
Me
22
Me
Me
N
N
ON
N
Me
Ru
Ph3P O
+ H2O
N
O
Me
ON
Me
Ru
Ph3P O
O
H H
O
- H2 O
HV, Δ
Me
O
22×H2O
Abb. 85: Reversible Bildung des Wasser-Adduktes (22)×H2O
Vermutlich ist die Bildung des Wasser-Adduktes [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(H2O)] (22)×H2O
begünstigt, da hierbei die Ringspannung des Metalla-Vierrings „Ru-O(3)-C(61)-O(4)“ durch
den entstehenden Metalla-Fünfring „Ru-O(3)-C(61)-O(4)···O(5)“ reduziert wird.
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
93
Die Bildung des Wasser-Adduktes zeigt außerdem, dass der Carboxylato-Ligand hemilabil an
das Ruthenium bindet und von anderen Liganden verdrängt werden kann. Dies könnte man
ausnutzen, um andere Liganden wie z.B. kleine Moleküle an Carboxylato-Komplexe zu
binden und zu aktivieren. Außerdem stellt sich die Frage, ob die 2-Oxocarboxylato-Liganden
ebenfalls hemilabil binden.
4.3.2 Reaktion von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen mit
NO-Gas und NO[BF4]
Die Bildung des Wasser-Adduktes [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(H2O)] (22)×H2O (Kapitel 4.3.1)
zeigte, dass der hemilabile Carboxylato-Ligand durch andere Liganden verdrängt werden
kann. Ein interessanter Ligand hierfür wäre Stickstoffmonooxid (NO) (siehe Kapitel 2.3.2.4).
In Anlehnung an die mit NO behandelten Enzyme und bereits bekannte NO-Eisen-ModellKomplexe wie [(TPA)Fe(O2CC(O)Ph)(NO)]ClO4[208] und NO-Ruthenium-Komplexe z.B.
[CpRuCl(PPh3)(NO)]PF6[246] (vgl. Kapitel 2.3.2.4) wurde [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)]
(26) in THF mit NO-Gas umgesetzt. Es erfolgte ein deutlicher Farbumschlag von dunkelviolett nach blau. Nach Entfernen des Lösungsmittels und überschüssigem gelösten NO-Gas
erhält man ein hellrotes Produkt 30. Das IR-Spektrum (in CH2Cl2) zeigt die asymmetrischen
Carboxylat-Banden des Bispyrazolylacetato- und Phenylglyoxylato-Liganden bei 1698 und
1645 cm–1 und eine Schwingung bei 1911 cm–1, die auf einen koordinierten NO-Liganden
hindeutet. Die 1H- und 13C-NMR-Spektren zeigen zwei Signalsätze für die Pyrazolyl-Gruppen
(1H: 1.95, 2.36, 2.57 und 2.62 ppm, 13C: 11.1, 11.5, 13.9 und 14.3 ppm). Dies zeigt, dass der
Komplex unsymmetrisch aufgebaut ist. Das
13
C-NMR-Signal des Keton-Kohlenstoffs der
Phenylglyoxylsäure ist im Vergleich zum Edukt 26 deutlich zu höherem Feld verschoben
(202.8 → 186.7 ppm) und liegt im Bereich einer unkoordinierten Keto-Gruppe. Die Signale
bei 163.0 und 169.4 ppm sprechen für einfach koordinierte Carboxylat-Gruppen der
Bispyrazolylacetato- und Phenylglyoxylato-Liganden. Ein Singulett im
31
P-NMR-Spektrum
bei 23.8 ppm beweist einen koordinierten PPh3-Liganden. Die spektroskopischen Daten und
das FAB-Massenspektrum deuten auf einen Komplex der Form „[(bdmpza)Ru(PPh3)-
94
4. Ergebnisse und Diskussion
(O2CC(O)Ph)(NO)]“ hin. Da der Komplex NMR-spektroskopisch untersucht werden kann,
handelt es sich nicht um einen paramagnetischen Ruthenium(III)-Komplex. Es handelt sich
um ein Nitrosyl-Komplex-Kation der Art [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]+ 30, wobei
die Natur des Gegenions zunächst unbekannt bleibt (siehe Abb. 86).
Me
Me
N
N
Me
Me
N
O
N
NO-Gas
ON
Me
Ru
Ph3P O
Ph
Me
O
O
26
N
+
N
O
Me
ON
Me
Ru
Ph3P O
O
N
O
O
Ph
30
Abb. 86: Reaktion des Phenylglyoxylato-Komplexes
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) mit NO-Gas
Mit [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) erfolgt analoger Weise nur eine unvollständige Reaktion.
Die 1H-NMR Signale bei 1.94, 2.07, 2.25, 2.56 und 2.63 ppm lassen sich den fünf MethylGruppen und die Singuletts bei 6.20 und 6.41 sowie 6.67 ppm den beiden Pyrazol-Protonen
und der CH-Brücke zuordnen. Diese Daten weisen auf einen unsymmetrischen Komplex hin.
Im IR-Spektrum erscheint die NO-Bande wie im Phenylglyoxylato-Nitrosyl-Komplex 30 bei
1911 cm–1. Der Molekülpeak im FAB-Massenspektrum deutet auf einen Komplex der Form
„[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(NO)]“ hin. Analog zum NO-Komplex 30 handelt es sich vermutlich um ein Nitrosyl-Komplex-Kation der Art [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(NO)]+ 31, wobei die
Natur des Gegenions auch hier zunächst unbekannt bleibt.
Mit anderen Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen lässt sich kein definiertes
Produkt isolieren.
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
95
O2
C1
N22
N21
C2
N12
O1
N11
Ru1
P1
O31
N3
O3
C31
O32
C33
O33 C32
C34
C38
C35
C37
C36
Abb. 87: Kristallstruktur des [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]+ Komplex-Kations (30)
Bindungslängen [Å]
Ru-N(11)
Ru-N(21)
Ru-O(1)
Ru-O(41)
Ru-P(1)
Ru-N(3)
N(31)-O(31)
C(1)-C(2)
C(2)-O(1)
C(2)-O(2)
C(1)-N(12)
C(1)-N(22)
C(31)-O(31)
C(31)-O(32)
C(31)-C(32)
C(32)-O(33)
2.132(5)
2.098(4)
2.072(4)
2.034(4)
2.431(2)
1.758(5)
1.145(7)
1.554(7)
1.289(6)
1.231(6)
1.454(6)
1.463(6)
1.295(8)
1.231(10)
1.539(11)
1.200(9)
Torsionswinkel [°]
Bindungswinkel [°]
N(11)-Ru-N(21)
N(11)-Ru-P(1)
N(11)-Ru-O(1)
N(11)-Ru-O(31)
N(11)-Ru-N(3)
N(21)-Ru-P(1)
N(21)-Ru-O(1)
N(21)-Ru-O(31)
N(21)-Ru-N(3)
O(1)-Ru-P(1)
O(1)-Ru-N(3)
O(1)-Ru-O(31)
N(3)-Ru-O(31)
Ru-N(3)-O(3)
82.59(19)
172.50(12)
88.61(17)
89.35(19)
90.9(3)
94.93(12)
85.38(15)
85.27(18)
172.5(2)
84.12(12)
90.9(2)
170.60(16)
98.3(2)
171.0(6)
O(31)-C(31)-C(32)-O(33) 55.7(12)
O(33)-C(32)-C(33)-C(38) -15.0(13)
Tab. 6: Ausgewählte Strukturdaten von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]+ (30)
96
4. Ergebnisse und Diskussion
Vom [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]+ Komplexsalz (30) konnte eine Kristallstruktur
erhalten werden (siehe Abb. 87). In dieser koordiniert der NO-Ligand trans zu einer
Pyrazolyl-Gruppe und der 2-Oxocarboxylato-Ligand bindet κO1 trans zur Carboxylat-Gruppe
von bdmpza. Die Längen der Bindungen des Bispyrazolylacetato- und des PhosphanLiganden an das Ruthenium sind mit den Abständen des z.B. Phenylglyoxylato-Komplexes
26 (Ru-N(11) 2.132(5) vs. 2.170(3), Ru-N(21) 2.098(4) vs. 2.074(3) und Ru-O(1) 2.072(4) vs.
2.086(3), Ru-P(1) 2.431(2) vs. 2.322(2) Å) vergleichbar. Auch die Winkel des [(bdmpza)Ru(PPh3)]-Fragments stimmen gut mit den bereits diskutierten Verbindungen 22×H2O und 26
überein. Die Bindungslänge des an Ruthenium koordinierten Carboxylat-Sauerstoffatoms des
2-Oxocarboxylato-Liganden ist im NO-Komplex 30 mit 2.034(4) Å etwas kürzer als im
Acetato-Komplex 22×H2O (2.087(3) Å) und im Phenylglyoxylato-Komplex 26 (2.095(2) Å).
Der Abstand C(31)-O(31) ist mit 1.295(8) Å deutlich länger als C(31)-O(32) (1.231(10) Å)
und C(32)-O(33) (1.200(9) Å), was auf den Einfachbindungscharakter von C(31)-O(31)
hindeutet. Der Torsionswinkel O(31)-C(31)-C(32)-O(33) des 2-Oxocarboxylato-Liganden des
Nitrosyl-Komplexes 30 ist mit 55.7(12)° sehr groß und somit besteht zwischen der Keto- und
der Carboxylat-Gruppe keine Konjugation mehr. Im Phenylglyoxylato-Komplex 26 ist das
Ketocarboxylat-Fragment praktisch planar (-0.3(5)°). Der Phenyl-Rest des 2-OxocarboxylatoLiganden ist im NO-Komplex 30 um -15.0(13)° gegen die Keto-Gruppe verdreht. Aufgrund
des kleineren Winkels im Vergleich zu 26 (20.4(4)°) sollte daher auch in 30 das π-System der
Phenyl- mit der Keto-Gruppe konjugiert sein. Die Bindungslänge Ru-NO beträgt 1.758(4) Å
und der N-O-Abstand 1.145(7) Å. Der fast lineare Ru-N-O-Winkel von 171.0(6)° ist ebenfalls
ein Hinweis auf ein {RuII(NO+)} Fragment.[342-344] Die Bindungslängen und Bindungswinkel
stimmen gut mit den Werten von Cp- (z.B. [CpRuCl(PPh3)(NO)]PF6 Ru-NO = 1.775(5), N-O
= 1.132(7) Å und Ru-N-O = 172.2(5)° [246]) und Tp-Nitrosyl-Ruthenium(II)-Komplexen (z.B.
[TpRuCl(CH2C(O)p-CH3C6H4)(NO)] Ru-NO = 1.742(2), N-O = 1.128(3) Å und Ru-N-O =
178.9(3)° [345]) (vgl. Tab. 7) überein.
In der Röntgenstrukturanalyse kann das Gegenanion als NO3–-Anion verfeinert werden. Es ist
jedoch fehlgeordnet, so dass ein NO2–-Anion nicht gänzlich ausgeschlossen werden kann. Die
Elementaranalyse von 30 spricht möglicherweise für ein NO2–/NO3–-Gemisch. Ein Nitritbzw. Nitrat-„Ringprobe“-Nachweis deutet auf NO3– hin. Nitrat- bzw. Nitrit-Teststäbchen der
Fa. Merck zeigen ebenfalls nur bei NO3– eine positive Reaktion. Ebenso könnten neben NO3–
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
97
und NO2– auch noch andere Anionen wie z.B. HO– (aus Feuchtigkeitsspuren) oder Cl– (aus
CH2Cl2) als Gegenanion vorliegen.
Um die Synthese und Struktur des durch Einleiten von NO-Gas erhaltenen Komplexes 30
nachzuvollziehen, wurde [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) mit [NO]BF4 gezielt zu
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]BF4 (36) umgesetzt. Die spektroskopischen Daten des
durch [NO]BF4 erhaltenen Komplexes 36 und des durch NO-Gas synthetisierten Komplexes
30 sind identisch, so dass man in beiden Fällen von einem kationischen Produkt
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]+ ausgehen kann. Wie schon im Kenntnisstand
beschrieben (Kapitel 2.3.2.4) konnte die Arbeitsgruppe Kirchner sowohl durch Einleiten von
NO als auch durch Umsetzung mit [NO]PF6 aus [(η5-C5Me5)Ru(dppe)]PF6 den NitrosylKomplex [(η5-C5Me5)Ru(dppe)(NO)](PF6)2 erhalten.[247]
Es stellt sich daher die Frage, wie aus NO-Gas ein NO+-Kation gebildet werden kann und ob
sich hierbei auch ein NO3–-Gegenion bilden kann. Es wäre denkbar, dass bei der Bildung von
NO+ zunächst eine Reaktion zwischen NO und Spuren von O2 statt findet (siehe Abb. 88).[250]
Dabei bildet sich ein NO2-Radikal, welches mit einem NO- oder einem weiteren NO2-Radikal
abreagieren kann.[250] Die so gebildeten N2O3 und N2O4 Moleküle könnten schließlich zu NO+
und NO2– bzw. NO3– zerfallen.[250]
NO
2 NO
+ ½ O2
+
O2
NO 2
+
NO
2 NO 2
N 2O 3
NO 2 -
+
NO +
N 2O 4
NO 3-
+
NO +
Abb. 88: Möglicher Bildungsmechanismus von NO+[250]
Bei dem Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]+ handelt es sich um ein
Ruthenium(II)-Zentralmetall und einem NO+-Liganden. Das Ruthenium(II) liegt in einer
d6-Elektronenkonfiguration vor und in Verbindung mit dem NO+-Liganden liegt der Komplex
formal als 6-Elektronenfragment {RuII(NO+)}6 vor. Nach der MO-Theorie handelt es sich
demnach um einen linearen NO-Liganden (siehe Kapitel 2.3.2.4). Dies wird durch die NO-IRSchwingung bei 1911 cm–1 bestätigt.[249, 250]
98
4. Ergebnisse und Diskussion
Analog zu der gezielten Synthese von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]BF4 mit
[NO]BF4 anstelle von NO-Gas, wurden die anderen Carboxylato- und 2-OxocarboxylatoKomplexe 22–25 und 27 mit [NO]BF4 in sehr hohen Ausbeuten (84–98%) zu den NitrosylKomplexen umgesetzt. Die Carboxylato-Komplexe reagieren bei Raumtemperatur schneller
zu den Nitrosyl-Komplexen (Abb. 89) als 2-Oxocarboxylato-Komplexe (Abb. 90).
Me
Me
N
N
Me
N
O
Me
Ph3P O
N
ON
N
O
O
R
R
R = Me (22)
Ph (23)
Me
Ru
Ph3P O
O
BF4
N
O
Me
Me
Ru
N
NO[BF4]
ON
Me
R = Me (32)
Ph (33)
Abb. 89: Darstellung der Carboxylato-Nitrosyl-Komplexe
Me
Me
N
N
Me
N
O
Me
Ph3P O
R
O
O
R = Me (24)
Et (25)
Ph (26)
CH2CH2CO2H (xx)
Me
N
NO[BF4]
ON
Ru
Me
N
Me
BF4
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
O
N
O
O
R
R = Me (34)
Et (35)
Ph (36)
CH2CH2CO2H (37)
Abb. 90: Gezielte Synthese der Nitrosyl-Komplexe aus den 2-Oxocarboxylato-Komplexen
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
99
FAB-Massenspektren bestätigen die Zusammensetzung der Nitrosyl-Komplexe 32–37. Die
Nitrosyl-Komplexe zeigen zwei Signalsätze für die Pyrazolyl-Gruppen im 1H- und 13C-NMRSpektrum. Die NMR-Daten der mit [NO]BF4 erhaltenen Komplexe 32 und 36 sind mit den
Spektren der durch Einleiten von NO-Gas erhaltenen Komplexe 31 bzw. 30 identisch. Im
13
C-NMR-Spektrum sind die CO2–-Signale des Carboxylato-Liganden bzw. die C=O-Signale
des 2-Oxocarboxylato-Liganden um etwa 15 ppm zu höherem Feld verschoben, was auf eine
κO1-Koordination des Liganden hindeutet. Das
31
P-NMR-Signal im Bereich von 23.3–24.2
ppm ist im Vergleich zu den Edukt-Komplexen um über 25 ppm zu hohem Feld verschoben.
Komplex
IR (NO)
in cm–1
1911 CH2Cl2
1906 KBr
1912 CH2Cl2
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(NO)]BF4 (32)
1897 KBr
1912 CH2Cl2
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(NO)]BF4 (33)
1903 KBr
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)(NO)]BF4 1912 CH2Cl2
1904 KBr
(34)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)(NO)] 1911 CH2Cl2
BF4 (35)
1904 KBr
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]BF4
1911 CH2Cl2
1906 KBr
(36)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH2CO2H) 1912 CH2Cl2
(NO)]BF4 (37)
1905 KBr
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]+ (30)
[(TPA)Fe(O2CC(O)Ph)(NO)]ClO4[208]
1794 KBr
[(bdmpza)Ru(Cl)2(NO)][248]
1868 CH2Cl2
1872 KBr
1862 CH2Cl2
1860 KBr
[(bdmpza)2Ru(NO)]Cl[248]
[TpRuCl(CH2C(O)p-CH3C6H4)(NO)][345]
[CpRuCl(PPh3)(NO)]PF6[246]
1849 Nujol
[Cp*Ru(dppe)(NO)](PF6)2[247]
1850 KBr
[Cp*Ru(Catecholat)(NO)][346]
1726-52
d(Ru-NO)
∠
d(N-O) (Ru-N-O)
in Å
in °
1.758(5)
171.0(6)
1.145(7)
31
P in
ppm
24.2
23.5
23.3
1.760(4)
1.145(4)
177.4(4)
24.1
24.0
23.8
24.2
1.74(2)
1.14(3)
1.742(2)
1.128(3)
1.775(5)
1.132(7)
1.748(4)
1.141(5)
155(2)
178.9(3)
172.2(5)
37.1
174.1(4)
66.4
Nujol
Tab. 7: Spektroskopische Daten einiger Cp-, Tp- und bdmpza-Nitrosyl-Komplexe
100
4. Ergebnisse und Diskussion
In den IR-Spektren von 32–37 liegen die NO-Banden bei 1911–1912 cm–1 (CH2Cl2) und
1897–1906 cm–1 (KBr) und sind somit identisch mit den Komplexen 30 und 31, die durch
Einleiten von NO-Gas erhalten wurden. Die starke NO-Schwingung bei 1912 cm–1 deutet auf
eine lineare Ru-N-O-Bindung hin, in der der NO-Ligand formal als NO+ an das
Ruthenium(II) bindet.[243, 246, 343, 344] Die IR-Banden liegen bei größeren Wellenzahlen als bei
den literaturbekannten Bispyrazolylaceto-Nitrosyl-Komplexen [(bdmpza)Ru(Cl)2(NO)] und
[(bdmpza)2Ru(NO)]Cl (1868 bzw. 1862 cm–1 (CH2Cl2) und 1872 bzw. 1860 cm–1 (KBr)).[248]
Die IR-Bande des NO-Liganden ist im Vergleich zu Cp- (z.B. [CpRuCl(PPh3)(NO)]PF6
1849 cm–1 (Nujol)[246]) und Cp*-Komplexen (z.B. [Cp*Ru(dppe)(NO)](CF3SO3)2 1850 cm–1
(Nujol)[247]) zu wesentlich größeren Wellenzahlen verschoben (vgl. Tab. 7). Daher scheint der
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-Ligand im Vergleich zu Cp-Liganden ein schwächerer
σ-und π-Donor zu sein, was elektronenärmere Komplexe zur Folge hat.[342, 346, 347] Im Gegensatz zum NO+-Liganden liegt die IR-Bande eines freien NO+-Moleküls mit 2377 cm–1
bzw. 2250 cm–1
[348]
[349]
, bei einer extrem größeren Wellenzahl. Bei freiem NO oder NO- findet
man die NO-Schwingung bei 1875
[348, 349]
bzw. 1470 cm–1.[348] Somit ist die NO-IR-Bande
der NO-Ruthenium-Komplexe 30–37 näher am freien NO+ als in den anderen NOKomplexen.
Die Molekülstruktur von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)(NO)]BF4 (34) (siehe Abb. 91)
zeigt wie die von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]+ (30) ebenfalls die Position des NOLiganden trans zu einer Pyrazolyl-Gruppe und die κO1-Koordination des CarboxylatoLiganden trans zur Carboxylat-Gruppe des bdmpza-Liganden. Die Längen der Bindungen des
Bispyrazolylacetato- und des Phosphan-Liganden an das Ruthenium von 34 sind mit den Abständen des Phenylglyoxylato-NO-Komplexes 30 (Ru-N(11) 2.117(4) vs. 2.098(4), Ru-N(21)
2.130(3) vs. 2.132(5) und Ru-O(1) 2.065(3) vs. 2.072(4), Ru-P(1) 2.4174(15) vs. 2.431(2) Å)
fast identisch. Auch die Winkel des [(bdmpza)Ru(PPh3)]-Fragments stimmen gut mit den
bereits diskutierten Verbindungen 22×H2O, 26 und 30 überein. Die Bindungslänge des an
Ruthenium koordinierten Carboxylat-Sauerstoffatoms des 2-Oxocarboxylato-Liganden ist im
NO-Komplex 34 mit 2.028(3) Å praktisch gleich lang wie im Phenylglyoxylato-NO-Komplex
30 (2.034(4) Å). Der Abstand C(41)-O(41) ist mit 1.295(5) Å deutlich länger als C(41)-O(42)
(1.215(5) Å) und C(42)-O(43) (1.211(5) Å) und verdeutlicht somit den Einfachbindungs
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
101
C1
O2
C2
N22
N12
O1
N21
N11
F4
Ru1
N31
P1
O41
O31
C41
O42
F3
B1
F1
O43
F2
C42
C43
Abb. 91: Molekülstruktur von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)(NO)]BF4 (34)
Bindungslängen [Å]
Ru-N(11)
Ru-N(21)
Ru-O(1)
Ru-O(41)
Ru-P(1)
Ru-N(31)
N(31)-O(31)
C(1)-C(2)
C(2)-O(1)
C(2)-O(2)
C(1)-N(12)
C(1)-N(22)
C(41)-O(41)
C(41)-O(42)
C(41)-C(42)
C(42)-O(43)
C(42)-C(43)
2.117(4)
2.130(3)
2.065(3)
2.028(3)
2.4174(15)
1.760(4)
1.145(4)
1.562(6)
1.308(5)
1.205(6)
1.456(5)
1.453(6)
1.295(5)
1.215(5)
1.585(7)
1.211(6)
1.470(8)
Bindungswinkel [°]
N(11)-Ru-N(21)
N(11)-Ru-P(1)
N(11)-Ru-O(1)
N(11)-Ru-O(41)
N(11)-Ru-N(31)
N(21)-Ru-P(1)
N(21)-Ru-O(1)
N(21)-Ru-O(41)
N(21)-Ru-N(31)
N(31)-Ru-O(41)
O(1)-Ru-P(1)
O(1)-Ru-N(31)
O(1)-Ru-O(41)
Ru-N(31)-O(31)
83.12(14)
95.78(11)
85.34(14)
84.05(14)
177.14(15)
175.26(11)
86.66(14)
91.99(14)
94.34(16)
97.39(16)
88.66(9)
93.20(16)
169.39(11)
177.4(4)
Torsionswinkel [°]
O(41)-C(41)-C(42)-O(43) -18.5(7)
Tab. 8: Ausgewählte Strukturdaten von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)(NO)]BF4 (34)
102
4. Ergebnisse und Diskussion
charakter von C(41)-O(41). Vergleichbare Werte wurden im 2-Oxoglutarat-NO-Komplex 30
beobachtet (1.295(5), 1.231(10) bzw. 1.200(9) Å). Der Torsionswinkel O(41)-C(41)-C(42)O(43) des 2-Oxocarboxylato-Liganden des Nitrosyl-Komplexes 34 beträgt -18.5(7)°. Somit
ist der Ligand stärker verdreht als im Phenylglyoxylato-Komplex 26 (-0.3(5)°), aber erheblich
weniger als im NO-Phenylglyoxylato-Komplex 30 (55.7(12)°). Das π-System sollte jedoch
noch immer über die ganze 2-Oxocarboxylat-Gruppe konjugiert sein. Die Bindungslänge
Ru-NO in 34 beträgt 1.760(4) Å und der N-O-Abstand 1.145(4) Å und unterscheiden sich
praktisch nicht von den Abständen im NO-Komplex 30 (1.758(5) bzw. 1.145(7) Å). Der
Ru-N-O-Winkel von 34 ist mit 177.4(4)° nahezu linear (30: 171.0(6)°) und ist ebenfalls ein
Hinweis auf einen NO+-Komplex.[342-344] Wie bereits beim Phenylglyoxylato-NO-Komplex 30
diskutiert, stimmen die NO-Bindungslängen und Bindungswinkel gut mit den Werten von Cpund Tp-Nitrosyl-Ruthenium(II)-Komplexen überein (siehe Tab. 7).
Der Nitrosyl-Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH2CO2H)(NO)]BF4 (37) liegt als
Gemisch zweier Isomere vor. Da 2-Oxoglutarat über zwei Carboxylat-Gruppen verfügt, unterscheiden sich die beiden Isomere vermutlich in der koordinierten Carboxylat-Gruppe. Da die
1
H-NMR-Signale leicht verbreitert sind und sich gegenseitig überlagern, konnten diese nur
teilweise zugeordnet werden. Im 13C-NMR-Spektrum hingegen findet man einen kompletten
doppelten Signalsatz (z.B. acht Methyl-Gruppen bei 10.9, 11.0, 11.4, 11.5, 13.3, 13.5, 13.7
und 14.2 ppm), sowie einen doppelten Signalsatz der Pyrazolyl-Gruppen (z.B. C4: 110.0,
110.4, 111.7 und 111.8 ppm). Zwei Signale im
31
P-NMR-Spektrum bei 24.2 und 31.5 ppm
sprechen ebenfalls für das Vorliegen zweier Isomere. Die NO-IR-Bande bei 1912 cm–1 liegt
im Bereich der bereits beschriebenen NO-Ruthenium-Komplexe 30–36. Die Zusammensetzung [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH2CO2H)(NO)] wird durch den Molekülpeak im
FAB-Massenspektrum bestätigt.
Wie bereits erwähnt, wird Stickstoffmonooxid (NO) bei strukturellen und mechanistischen
Untersuchungen von Enzymen häufig als Analogon für Sauerstoff (O2) eingesetzt. Auf diese
Weise können Proteinkristalle mit gebundenem Substrat und koordiniertem NO als „Platzhalter“ für O2 erhalten werden (vgl. Kapitel 2.1.1.2, 2.1.5.1 und 2.3.2.4). Im Enzym Clavulansäure-Synthase (CAS) bindet NO trans zum Stickstoffatom einer Histidin-Imidazol-Gruppe
(siehe Kapitel 2.1.1.2).[23] Im Modell-Komplex koordiniert der NO-Ligand ebenfalls trans
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
103
zum Stickstoff des Bispyrazolylacetato-Liganden. Allerdings lagert der 2-OxocarboxylatoLigand von der κ2O1,O2- zu einer κ1O1-Koordination um (siehe Abb. 92) und es liegt im
Ruthenium-Komplex ein NO+-Ligand statt eines neutralen NO-Liganden wie im Enzym vor.
His
Asp/
Glu His
N
Ru
Fe
O
O
N
O
Ph3P O
O
O
-
O2 C
ON
N
O
O
R
Abb. 92: Sauerstoffanaloges NO im Enzym[23] und im Modell-Komplex
4.3.3 Umsetzung von Carboxylato-Komplexen mit CO-Gas
Der CO-Ligand ist in der Komplex-Chemie sehr weit verbreitet. In der Literatur sind viele
Cp- und Tp-Carbonyl-Ruthenium-Komplexe beschrieben (vgl. Tab. 9).[151, 350-354] Analog zu
der Begasung mit NO-Gas bzw. der Umsetzung mit [NO]BF4 (vgl. Kapitel 4.3.2) erhält man
durch Einleiten von CO-Gas in Lösungen der Bispyrazolylacetato-Carboxylato-Komplexe
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) bzw. [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23) die entsprechenden,
nun aber neutralen, Bispyrazolylacetato-Carboxylato-Carbonyl-Komplexe [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(CO)] (38) bzw. [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(CO)] (39) (siehe Abb. 93). Die
Zusammensetzung der Carbonyl-Komplexe wird durch passende M+-Peaks in den FABMassenspektren bestätigt.
Die Carbonyl-Komplexe 38 bzw. 39 sind unsymmetrisch aufgebaut und zeigen deswegen im
1
H- und
13
C-NMR-Spektrum jeweils zwei Signalsätze für die Pyrazolyl-Gruppen (z.B. vier
Methyl-Gruppen im 1H-NMR-Spektrum bei 1.91, 2.33, 2.46 und 2.55 für 38). Das 13C-NMRSignal der Carboxylat-Gruppe verschiebt sich um 11 ppm zu höherem Feld (177.3 (38),
172.6 ppm (39)) und befindet sich damit in einem Bereich, der für eine monodentate
104
4. Ergebnisse und Diskussion
Me
Me
N
N
Me
N
O
Me
Ru
Me
N
CO-Gas
ON
Ph3P O
Me
N
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
O
R
R
R = Me (22)
Ph (23)
C
O
O
R = Me (38)
Ph (39)
Abb. 93: Bildung zweier Bispyrazolylacetato-Carboxylato-Carbonyl-Komplexe
Komplex
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(CO)] (38)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(CO)] (39)
IR (CO)
in cm–1
1977 CH2Cl2
1967 KBr
1978 CH2Cl2
1953 KBr
d(Ru-CO)
d(C-O)
in Å
∠
(Ru-C-O)
in °
31
P in
ppm
43.3
1.870(5)
1.146(6)
1.821(5)
1.151(6)
177.0(4)
43.6
178.0(4)
41.7
[(bdmpza)Ru(PPh3)(Cl)(CO)][205]
1969 CH2Cl2
[TpRu(PPh3)(OTf)(CO)][350]
1986 KBr
[TpRu(PPh3)(NHPh)(CO)][350]
1954 KBr
[TpRu(PPh3)(Cl)(CO)][351, 352]
1965 Nujol
[CpRu(PPh3)(Cl)(CO)][353]
1958 Nujol
[CpRu(PPh3)(Cl)(CO)][354]
1959 CH2Cl2
[CpRu(PPh3)(OAc)(CO)][338]
1945 KBr
54.3
[Cp*Ru(PPh3)(Cl)(CO)][355]
1918 Nujol
48.2
[Cp*Ru(PPh3)(OAc)(CO)][219]
1925 KBr
53.9
39.0
1.847(3)
1.152(4)
1.848(6)
1.137(8)
1.911(20)
1.034(27)
1.872(6)
1.132(8)
174.6(3)
42.5
173.2(5)
42.4
176.9(1.2)
178.3(8)
48.9
Tab. 9: Spektroskopische Daten einiger Cp-, Tp- und bdmpza-Carbonyl-Komplexe
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
κO1-Koordination typisch ist. Die neuen
13
105
C-NMR-Signale bei 205.3 (38) bzw. 204.2 ppm
(39) sind auf den Carbonyl-Liganden zurückzuführen und liegen im Bereich anderer
Carbonyl-Ruthenium-Komplexe (z.B. [TpRu(PPh3)(Cl)(CO)] 203.5 ppm).[350,
31
351]
Das
P-NMR-Signal des PPh3-Liganden liegt bei 43.3 (38) bzw. 43.6 ppm (39). Im Vergleich mit
den Edukt-Komplexen ist dies ist eine deutliche Verschiebung um 15 ppm zu höherem Feld
und ist mit den Verschiebungen von ähnlichen Cp- und Tp-Carbonyl-TriphenylphosphanKomplexen vergleichbar (z.B. 42.4 ppm in [TpRu(PPh3)(Cl)(CO)]) (vgl. auch Tab. 9).
Zwei asymmetrische Carboxylat-Schwingungen bei 1669 und 1624 bzw. 1636 cm–1 im
IR-Spektrum (CH2Cl2) stammen von den Bispyrazolylacetato- und Carboxylato-Liganden.
IR-Banden bei 1977 (38) bzw. 1978 cm–1 (39) belegen einen koordinierten CO-Liganden. Die
Carbonyl-Schwingung liegt bei größerer Wellenzahl als in vergleichbaren Cp- und Tp-Ruthenium-Komplexen wie z.B. [CpRu(PPh3)(Cl)(CO)] (1958 cm–1), [Cp*Ru(PPh3)(OAc)(CO)]
(1925 cm–1) oder [TpRu(PPh3)(Cl)(CO)] (1965 cm–1) (siehe Tab. 9).
Der CO-Ligand bindet als 2-Elektronendonor an das 16VE-Fragment [(bdmpza)Ru(PPh3)(κ1-O2CR)] und der resultierende CO-Komplex erfüllt somit die 18-Valenzelektronenregel.
Neben der σ-Donor-Wechselwirkung mit dem Zentralmetall ist der Transfer von Elektronendichte aus einem besetzten Metall-d-Orbital in ein leeres π*-Akzeptor-Orbitals des CarbonylLiganden für die M-CO-Bindung von großer Bedeutung. Diese so genannte π-Rückbindung
ist für die Bindungsstärke wichtiger als die σ-Hinbindung. Durch die Rückbindung wird die
Metall-Kohlenstoff-Bindung gestärkt und wegen der partiellen Auffüllung des C-O-antibindenden π*-Orbitals wird die C-O-Bindung geschwächt.[249] Diese Schwächung hat im
IR-Spektrum eine Verschiebung der CO-Schwingung zu kleinerer Wellenzahl zur Folge. Eine
Veränderung der Elektronendichte am Zentralmetall durch andere Liganden wirkt sich somit
stark auf den Carbonyl-Liganden aus. In den Bispyrazolylacetato-Komplexen 38 und 39 ist
die CO-IR-Bande im Vergleich zu Cp- und Tp-Komplexen zu größeren Wellenzahlen
verschoben. Hieraus kann man folgern, dass Cp- und Tp-Liganden die Elektronendichte am
Zentralmetall stärker erhöhen als der der Bispyrazolylacetato-Ligand und dieser somit ein
schwächerer Donor ist.
Der CO-Ligand ist in der Lage, den hemilabilen, chelatisierenden κ2O1,O1’-CarboxylatoLiganden aus einer Koordinationsstelle am Metall zu verdängen. Mit den 2-OxocarboxylatoKomplexen [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) bzw. [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)]
106
4. Ergebnisse und Diskussion
(26) läuft diese Reaktion nur unvollständig ab. In den 1H-NMR- und FAB-Massenspektren
findet man neben Edukt nur teilweise Signale einer neu gebildeten Verbindung. Daraus lässt
sich schließen, dass die 2-Oxocarboxylato-Liganden stärker an das Metall binden als ein
Carboxylato-Ligand und der CO-Ligand daher nur zum Teil in der Lage ist, einen κ2O1,O22-Oxocarboxylato-Liganden zu verdrängen.
Me
Me
N
N
Me
N
O
Me
Ru
Ph3P O
R
CO-Gas
ON
O
O
Abb. 94: Inertes Verhalten von 2-Oxocarboxylato-Komplexen bei Umsetzung mit CO
Von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(CO)] (39) konnten Kristalle erhalten und im Diffraktometer
vermessen werden. Die Kristallstruktur (siehe Abb. 95) zeigt die Position des CO-Liganden
trans zu einer Pyrazolyl-Gruppe und die κO1-Koordination des Carboxylato-Liganden trans
zur Carboxylat-Gruppe von bdmpza. Der Ru-CO-Abstand beträgt 1.870(5) Å, der C-OAbstand 1.146(6) Å und der Ru-C-O-Winkel ist mit 177.0(4)° fast linear. Die Bindungslängen
und Bindungswinkel unterscheiden sich nur geringfügig von denen vergleichbarer Cp- und
Tp-Carbonyl-Komplexe (z.B. [CpRu(PPh3)(Cl)(CO)] Ru-CO = 1.872(6), C-O = 1.132(8) Å
und Ru-C-O = 178.3(8)° und [TpRu(PPh3)(NHPh)(CO)] Ru-CO = 1.847(3), C-O = 1.152(4)
Å und Ru-C-O = 174.6(3)°) (siehe auch Tab. 9). Die Längen der Bindungen des Bispyrazolylacetato- und des Phosphan-Liganden an das Ruthenium und die daraus aufgespannten Winkel
bewegen sich in der Größenordnung der bereits diskutieren Kristallstrukturen von 22×H2O,
26 und 34. Die Bindungslängen der κ1-Benzoato-Carboxylat-Gruppe entsprechen den Werten
der κ1-Acetato-Carboxylato-Gruppe des Komplexes 22×H2O (C(31)-O(3) 1.297(5) vs.
1.255(6), C(31)-O(4) 1.231(5) vs. 1.220(7) Å). Die Phenyl-Gruppe des Benzoato-Liganden ist
um 26.4(6)° aus der Carboxylat-Ebene verdreht.
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
O2
N12
C2
C1
N22
N21
N11
O1
Ru1
O3
P1
C3
C31
O5
C33
C32
O4
Abb. 95: Molekülstruktur von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(CO)] (39)
Bindungslängen [Å]
Ru-N(11)
2.183(3)
Ru-N(21)
2.149(4)
Ru-O(1)
2.115(3)
Ru-O(3)
2.059(3)
Ru-P(1)
2.3292(17)
Ru-C(3)
1.870(5)
C(3)-O(5)
1.146(6)
C(1)-C(2)
1.551(6)
C(2)-O(1)
1.274(5)
C(2)-O(2)
1.233(5)
C(1)-N(12)
1.447(6)
C(1)-N(22)
1.469(6)
C(31)-O(3)
1.297(5)
C(31)-O(4)
1.231(5)
Torsionswinkel [°]
Bindungswinkel [°]
N(11)-Ru-N(21)
N(11)-Ru-P(1)
N(11)-Ru-O(1)
N(11)-Ru-O(3)
N(11)-Ru-C(3)
N(21)-Ru-P(1)
N(21)-Ru-O(1)
N(21)-Ru-O(3)
N(21)-Ru-C(3)
C(3)-Ru-O(3)
O(1)-Ru-P(1)
O(1)-Ru-O(3)
O(1)-Ru-C(3)
Ru-C(3)-O(5)
O(3)-C(31)-C(32)-C(33)
81.41(14)
98.72(10)
85.88(12)
84.32(12)
174.55(18)
175.49(10)
85.54(14)
88.94(14)
93.15(19)
95.77(16)
89.97(10)
169.38(12)
93.59(16)
177.0(4)
26.4(6)
Tab. 10: Ausgewählte Strukturdaten von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(CO)] (39)
107
108
4. Ergebnisse und Diskussion
Wie bereits in Kapitel 2.1.1 diskutiert, verdrängt 2-Oxoglutarat im Katalysezyklus der 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzyme nach erfolgter Katalyse das entstandene Succinat und CO2. Die
Umsetzung eines Carboxylato-Komplexes mit einer 2-Oxocarbonsäure ahmt diese Regenerationsreaktion nach. Eine vergleichbare Reaktion wäre eine Reaktion des CO-CarboxylatoKomplexes 39 mit Phenylglyoxylsäure (Abb. 96). Daher wurde der Komplex 20 h bei Raumtemperatur mit der 2-Oxosäure umgesetzt. Nach einigen Minuten verfärbte sich die gelbe
Lösung von 39 leicht violett. Das 1H-NMR-Spektrum der Umsetzung zeigte jedoch nur
Edukt-Signale. Die erwartete Verdrängung des Benzoato- und CO-Liganden durch Phenylglyoxylsäure fand nicht statt.
Me
Me
N
N
Me
N
O
HO2CC(O)Ph
ON
Me
Ru
Ph3P O
Ph
C
O
O
39
Abb. 96: Versuchte Umsetzung von 39 mit Phenylglyoxylsäure
4.3.4 Umsetzung von Acetato-Komplexen mit SO2-Gas
Analog zu der erfolgreichen Reaktion CO-Gas wurde versucht Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexe mit SO2 umzusetzen. Der SO2-Ligand koordiniert auf vielfältige
Weisen an Metalle. Zum einen ist eine η1-Koordination über das Schwefelatom in einer
planaren oder einer pyramidalen Geometrie möglich. Außerdem kann eine η2-Bindung über
ein Schwefel- und ein Sauerstoffatom erfolgen (siehe Abb. 97).[356] SO2 ist darüber hinaus in
der Lage, sowohl über nur einen Sauerstoff an ein Metall zu koordinieren, als auch zwei
Metall-Zentren auf unterschiedliche Weisen miteinander verbrücken.[357,
358]
Es sind aller-
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
109
dings nur wenige, zum großen Teil kationische, Cp-SO2-Ruthenium-Komplexe wie [CpRu(chir)(SO2)]PF6[359] und [Cp*Ru(PPh3)2(SO2)]Cl[360] in der Literatur beschrieben.[359-362]
O
M
S
M
O
η1-planar
S
O
O
S
O
M
O
η1-pyramidal
η2
Abb. 97: Bindungsmöglichkeiten von SO2 in Metall-Komplexen über Schwefel
Um Bispyrazolylacetato-SO2-Carboxylato-Komplexe zu synthetisieren, wurden Lösungen
von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) bzw. [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23) in CH2Cl2 mit
SO2 begast. Nach einer Reaktionszeit von 30 Minuten erhält man die entsprechenden SO2Komplexe [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(SO2)] (40) und [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(SO2)] (41)
in sehr hohen Ausbeuten (92 bzw. 95%) (vgl. Abb. 98).
Me
Me
N
N
Me
N
O
Me
Ph3P O
O
R
R = Me (22)
Ph (23)
Me
N
SO2-Gas
ON
Ru
Me
N
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
R
SO2
O
R = Me (40)
Ph (41)
Abb. 98: Synthese der Schwefeldioxid-Komplexe 40 und 41
Im IR-Spektrum zeigen sich zwei neue Banden bei 1284 und 1128 cm–1 für 40 bzw. 1286 und
1129 cm–1 für 41. Diese können auf die asymmetrische und symmetrische Schwingung von
SO2 zurückgeführt werden. Die IR-Banden liegen im für eine η1-planare Geometrie typischen
Bereich von 1300 bis 1225 cm–1 und 1140 bis 1060 cm–1.[356, 357] Die Koordination des SO2Liganden wird zudem durch den M+-Peak im FAB-Massenspektrum bestätigt. Die SO2-IR-
110
4. Ergebnisse und Diskussion
Bande der bdmpza-Ruthenium-Komplexe (z.B. 40 1284 und 1128 cm–1) besitzt eine kleinere
Wellenlänge als in den Cp-Ruthenium-Komplexen [CpRu(PPh3)2(SO2)]Cl (1294 und 1118
cm–1)[360], aber eine größere Wellenlänge als im Cp*-Ruthenium-Komplex [Cp*Ru(PPh3)2(SO2)]Cl (1277 und 1110 cm–1)[360] (siehe Tab. 11). Dies würde nahe legen, dass der bdmpzaLigand ein besserer σ-Donor als Cp, aber ein schlechterer als Cp* ist. Dies stünde im Gegensatz zu den Beobachtungen bei den NO- und CO-Komplexen (siehe Kapitel 4.3.2 und 4.3.3).
Anhand der spektroskopischen Daten kann dieser unerwartete Befund jedoch zunächst nicht
erklärt werden.
Komplex
IR (SO2)
in cm–1
1284 CH2Cl2
1128
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(SO2)] (40)
1282 KBr
1128
1286 CH2Cl2
1129
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(SO2)] (41)
1283 KBr
1125
[CpRu(chir)(SO2)]PF6[359]
1296 Nujol
1118
[CpRu(PPh3)2(SO2)]Cl[360]
1294 Nujol
1118
1277 Nujol
1110
[Cp*Ru(PPh3)2(SO2)]Cl[360]
trans-[Ru(NH3)4Cl(SO2)]Cl[363]
1253 KBr
1110
trans-[Ru(NH3)4Cl(SO2)](BF4)[363]
1257 KBr
1110
trans-[Ru(NH3)4(O2CCF3)(SO2)][363]
1275 KBr
1122
[Mo2(NTo)2(S2P(OEt)2)2(μ-O2CMe)
(μ-SBz)(μ-SO2)][364]
1209 KBr
1051
d(Ru-SO2) 2 × ∠ (Ru-S-O) 31
P
2 × d(S-O)
∠ (O-S-O)
in ppm
in Å
in °
45.4
2.182(2)
1.452(5)
1.456(5)
118.1(2)
124.0(2)
114.2(3)
44.6
2.128(2)
1.432(6)
1.458(6)
120.9(3)
125.1(3)
113.9(4)
69.3
74.2
32.6
35.3
2.080(1)
1.426(4)
1.451(3)
2.085(2)
1.444(7)
1.465(7)
2.0945(5)
1.444(2)
1.446(2)
2.427(1)
1.467(3)
1.469(4)
114.8(2)
Tab. 11: Spektroskopische Daten einiger Cp- und bdmpza-Schwefeldioxid-Komplexe
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
111
Die unsymmetrische Geometrie der SO2-Komplexe 40 und 41 äußert sich durch zwei Signalsätze für die Pyrazolyl-Gruppen im 1H- und
13
C-NMR-Spektrum. Das
13
C-NMR-Signal der
nun κO1-koordinierten Carboxylat-Gruppe liegt verglichen mit Carboxylato-Komplexen bei
9 ppm höherem Feld. Diese chemische Verschiebung und das 31P-NMR-Signal des Triphenylphosphan-Liganden bei 45.4 bzw. 44.6 ppm ist mit dem Signal der oben beschriebenen
Carbonyl-Komplexe vergleichbar (Kapitel 4.3.3) und ist, verglichen mit den EduktKomplexen, um 15 ppm zu höherem Feld verschoben.
Me
Me
N
N
N
O
Me
Me
Ru
Ph3P O
R
SO2-Gas
ON
O
O
Abb. 99: Umsetzung von 2-Oxocarboxylato-Komplexen mit SO2
Ebenso wie der CO-Ligand ist SO2 in der Lage, den hemilabilen, chelatisierenden κ2O1,O1’Carboxylato-Liganden aus einer Koordinationsstelle am Metall zu verdängen. Wiederum
gelingt die Umsetzung von SO2 mit den 2-Oxocarboxylato-Komplexen [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24), [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)] (25) bzw. [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) nicht (siehe Abb. 99). SO2 ist somit wie CO und im Gegensatz zu NO,
lediglich in der Lage, einen κ2O1,O1’-Carboxylato- und nicht einen κ2O1,O2-2-Oxocarboxylato-Liganden zu verdrängen.
Die Röntgenstruktur von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(SO2)] (41) (siehe Abb. 100) zeigt die
Position des SO2-Liganden, wie auch bei den NO- und CO-Komplexen, trans zu einer
Pyrazolyl-Gruppe. Die Längen der Bindungen des Bispyrazolylacetato- und des PhosphanLiganden an das Ruthenium und die daraus aufgespannten Winkel unterscheiden sich kaum
von den bereits diskutieren Kristallstrukturen z.B. 22×H2O und 26. Die Bindungslängen der
112
4. Ergebnisse und Diskussion
O2
C2
C1
N22
N12
N21
N11
O1
Ru1
P1
O5
O4
S1
O3
C3
O6
C9
C8
C7
C4
C5
C6
Abb. 100: Molekülstruktur von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(SO2)] (41)
κ1-Benzoato-Carboxylat-Gruppe von 41 unterscheiden sich deutlich von den Werten der
κ1-Benzoato-Carboxylat-Gruppe des Carbonyl-Komplexes 39 (C(3)-O(5) 1.271(8) vs.
1.297(5) und C(3)-O(5) 1.272(8) vs. 1.231(5) Å). Die Bindungen der beiden CarboxylatSauerstoffatome im Benzoato-Liganden sind gleich lang und man kann daher davon ausgehen, dass die negative Ladung auf beide Sauerstoffatome verteilt ist. Die Phenyl-Gruppe
des Benzoato-Liganden ist im SO2-Komplex 41 (-21.1(10)°) etwas weniger stark aus der
Carboxylat-Ebene verdreht als im vergleichbaren CO-Komplex 39 (26.4(6)°).
Die η1-Bindung des SO2 an das Ruthenium ist jedoch nicht planar, sondern leicht gewinkelt
(z.B. Torsionswinkel Ru-O(4)-O(3)-S(1) 13.48(3)° oder O(5)-Ru-S(1)-O(4) vs. O(5)-Ru-S(1)O(5) mit 105.1(3)° bzw. -98.0(3)°). Deutlich wird dies auch am Abstand von 0.685(0.011) Å
den das Ruthenium außerhalb der Ebene O(3)-S(1)-O(4) liegt. Die Bindungslängen S(1)-O(3)
(1.452(5) Å) bzw. S(1)-O(4) (1.456(5) Å) sind im Gegensatz zu [CpRu(chir)SO2]PF6
(1.432(6) und 1.458(6) Å) und anderen Ruthenium-SO2-Komplexen (siehe Tab. 11) geringfügig länger und außerdem beide praktisch gleich lang. Der Abstand Ru-S(1) (2.182(2) Å) ist
deutlich länger als in anderen Ruthenium-SO2-Komplexen (z.B. [CpRu(chir)SO2]PF6
2.128(2) Å oder trans-[Ru(NH3)4Cl(SO2)]Cl 2.080(1) Å).
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
Bindungslängen [Å]
Ru-N(11)
Ru-N(21)
Ru-O(1)
Ru-O(5)
Ru-P(1)
Ru-S(1)
C(1)-C(2)
C(2)-O(1)
C(2)-O(2)
C(1)-N(12)
C(1)-N(22)
S(1)-O(3)
S(1)-O(4)
S(1)-O(6)
C(3)-O(5)
C(3)-O(6)
2.147(6)
2.206(6)
2.092(4)
2.073(4)
2.331(2)
2.182(2)
1.545(9)
1.286(8)
1.230(8)
1.456(8)
1.459(9)
1.452(5)
1.456(5)
2.022(5)
1.271(8)
1.272(8)
Torsionswinkel [°]
Ru-O(4)-O(3)-S(1)
Ru-O(4)-S(1)-O(3)
Ru-O(3)-S(1)-O(4)
Ru-S(1)-O(6)-C(3)
13.48(3)
-159.14(5)
157.73(5)
-2.7(5)
113
Bindungswinkel [°]
N(11)-Ru-N(21)
N(11)-Ru-P(1)
N(11)-Ru-O(1)
N(11)-Ru-O(5)
N(11)-Ru-S(1)
N(21)-Ru-P(1)
N(21)-Ru-O(1)
N(21)-Ru-O(5)
N(21)-Ru-S(1)
S(1)-Ru-O(5)
O(1)-Ru-P(1)
O(1)-Ru-S(1)
O(1)-Ru-O(5)
Ru-S(1)-O(3)
Ru-S(1)-O(4)
O(3)-S(1)-O(4)
O(6)-S(1)-Ru
O(6)-S(1)-O(3)
O(6)-S(1)-O(4)
79.7(2)
94.19(16)
88.82(19)
90.21(19)
173.92(16)
172.73(15)
86.7(2)
89.4(2)
94.98(16)
86.71(13)
89.25(14)
93.90(13)
176.01(19)
124.0(2)
118.1(2)
114.2(3)
95.10(15)
96.3(2)
98.0(3)
O(5)-Ru-S(1)-O(4)
O(5)-Ru-S(1)-O(3)
O(5)-C(3)-C(4)-C(9)
105.1(3)
-98.0(3)
-21.1(10)
Tab. 12: Ausgewählte Strukturdaten von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(SO2)] (41)
Der Abstand S(1)-O(6) des SO2- und des Benzoato-Liganden ist mit 2.022(5) Å überraschend
kurz und erheblich kürzer als der Van-der-Waals-Abstand (3.3 Å), sowie vergleichsweise nur
wenig länger als eine S-O-Einfachbindung (1.7 Å).[250] Dies deutet auf eine Lewis-SäureBase-Wechselwirkung zwischen der Lewis-Säure SO2 und dem unkoordinierten CarboxylatSauerstoffatom, das wegen der negativen Partialladung besonders gut als Lewis-Base wirken
kann, hin. Mit dieser Wechselwirkung kann die unerwartete Lage der SO2-IR-Bande (siehe
oben) und die vergleichsweise lange Ru-S(1) Bindung erklärt werden.
In η1-planaren Komplexen bindet das SO2 über das freie Elektronenpaar des Schwefelatoms
als σ-Donor an das Metall. Außerdem erfolgt eine π-Rückbindung in das leere π*-Orbital von
SO2 (vgl. Abb. 101 und Abb. 102). In diesem Fall wirkt Schwefeldioxid formal als LewisBase d.h. die Bindung erfolgt über das HOMO.[250,
356]
Bei η1-pyramidaler Koordination
bindet der SO2-Ligand über das leere π*-Orbital an das Zentralmetall. Die σ-Hinbindung
114
4. Ergebnisse und Diskussion
erfolgt hierbei also vom Metall zum Liganden. Dadurch erfolgt eine Rehybridisierung des
Schwefelatoms von sp2 zu sp3 und erklärt somit die pyramidale Geometrie (vgl. Abb. 101 und
Abb. 102).[250,
356]
Für diese Bindungsweise ist daher ein elektronenreiches Metallfragment
notwendig.[358] In diesem Fall verhält sich SO2 wie eine Lewis-Säure, die Bindung erfolgt also
über das LUMO. Da der so gebildete Komplex nicht über eine π-Rückbindung stabilisiert
wird, spalten derartige Komplexe oftmals reversibel SO2 ab, oder die Koordination wird über
eine zusätzliche Bindung an ein Sauerstoffatom stabilisiert.[250, 356]
O
M
S
M
S
O
O
O
1
η -planar
sp -trigonal planar
2
1
η -pyramidal
sp3-Tetraeder
Abb. 101: Orbitale im SO2-Metall-Fragment[250, 356]
Abb. 102: HOMO und LUMO von SO2[250, 356]
Im Prinzip handelt es sich bei [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(SO2)] (41) um einen η1-planaren
Komplex mit einem formal als Lewis-Base an das Zentralmetall (die Lewis-Säure), gebundenen SO2-Liganden. Das freie Sauerstoffatom des Benzoato-Liganden geht als Lewis-Base
eine σ-Bindung in das leere π*-Orbital der Lewis-Säure Schwefeldioxid ein. Dadurch wird
das sp2-Schwefelatom teilweise sp3 hybridisiert. Durch den Wechsel der Hybridisierung und
die dadurch nicht mehr möglichen Rückbindung wird die Bindung Ru-S(1) verlängert.
Außerdem wird durch die σ-Bindung des Benzoat-Sauerstoffes in das leere π*-Orbital des
SO2 die Ru-SO2-Rückbindung abgeschwächt und somit der Abstand Ru-S(1) vergrößert. Wie
bereits diskutiert, ist in der Kristallstruktur von 41 die Bindungslänge Ru-S(1) länger als in
anderen SO2-Komplexen (siehe auch Tab. 11). Die von Ru-SO2 aufgespannten Winkel (vgl.
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
115
Tab. 12) Ru-S(1)-O(3), Ru-S(1)-O(4) und O(3)-S(1)-O(4) sprechen mit 124.0(2)°, 118.1(2)°
und 114.2(3)° für ein sp2-Schwefelatom. Die von dem freien Benzoat-Sauerstoffatom mit dem
Ru-SO2-Fragment gebildeten Winkel O(6)-S(1)-Ru, O(6)-S(1)-O(3) und O(6)-S(1)-O(4)
betragen 95.10(15)°, 96.3(2)° und 98.0(3)°. Diese Winkel liegen genau zwischen einer
Geometrie mit dem Sauerstoffatom des Benzoato-Liganden senkrecht zur Ebene eines
sp2-hybridisierten SO2-Schwefelatomes und dem Tetraederwinkel von etwa 109° bei einem
sp3-hybridisierten Schwefel mit tetraedrisch angeordneten Ru, O(3), O(4) und O(6). Da der
SO2-Ligand nur sehr wenig aus der η1-planaren Geometrie gekippt ist, liegt das SO2Schwefelatom vermutlich hauptsächlich als sp2-Hybrid vor und weist nur einen geringen
sp3-Charakter auf.
In der Literatur sind bisher lediglich zwei Carboxylato-SO2-Komplexe beschrieben. Im
Komplex [Ru(NH3)4(O2CCF3)(SO2)] bindet SO2 jedoch trans zum Carboxylato-Liganden.[363]
In der zweikernigen Verbindung [Mo2(NTo)2(S2P(OEt)2)2(μ-O2CMe)(μ-SBz)(μ-SO2)] verbrücken der SO2- und der Carboxylato-Ligand die beiden Metallzentren.[364] Keiner der
beiden SO2-Komplexe zeigt somit ein solches intramolekulares Lewis-Säure-Base-AdduktVerhalten wie [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CR)(SO2)] (41). Diese SO2-Aktivierung könnte ein
Ansatzpunkt für weitere Reaktionen wie z.B. die Oxidation zu SO3 sein.
a)
b)
Abb. 103: Konturplots der a) HOMOs und b) LUMOs (DFT-Rechnungen)
des 16VE-Fragments [(bdmpza)Ru(PPh3)(κ1-O2CPh)]
116
4. Ergebnisse und Diskussion
Um diese besondere SO2-Carboxylat-Wechselwirkung noch detaillierter zu untersuchen,
wurden mittels DFT-Rechnungen die HOMO- und LUMO-Orbitale des 16 ValenzelektronenFragments [(bdmpza)Ru(PPh3)(κ1-O2CPh)] ermittelt (siehe Abb. 103). Die so erhaltenen
Orbitale zeigen, dass zum einen eine σ-Hinbindung vom SO2-Liganden in das LUMO des
Metallzentrums und zum anderen eine π-Rückbindung zwischen dem d-Orbital (HOMO) des
Metalles und dem pz-Orbital des SO2-Schwefelatomes möglich ist (vgl. Abb. 101). Das freie
Elektronenpaar des Benzoat-Sauerstoffatomes zeigt somit direkt auf das leere pz-Orbital des
Schwefelatomes und kann somit als Lewis-Base mit der Lewis-Säure SO2 wechselwirken
(vgl. Abb. 104 mit Kristallstruktur Abb. 100).
a)
b)
O
O
O
O
Abb. 104: Überlagerung der Konturplots des Metallzentrums und der SO2-Schwefel-Orbitale
von a) Metall-HOMO und Schwefel-LUMO sowie b) Metall-LUMO und Schwefel-HOMO
Die Umsetzung des CO-Carboxylato-Komplexes 39 mit Phenylglyoxylsäure war nicht erfolgreich (siehe Kapitel 4.3.3). Daher wurde die Reaktion mit dem SO2-Carboxylato-Komplex 41
und Phenylglyoxylsäure wiederholt. Nach etwa zwei Stunden bei Raumtemperatur verfärbte
sich die Reaktionslösung von gelb nach leicht violett. Aber auch hier zeigte das 1H-NMRSpektrum nach 21 h Reaktionszeit nur Edukt-Signale.
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
117
4.3.5 Versuchte Synthese von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(CO2)]
Kohlenstoffdioxid (CO2) ist ein praktisch überall vorkommendes Stoffwechselprodukt und ist
z.B. ein Nebenprodukt von 2-Oxoglutarat-äbhängigen Oxidasen. Im Reaktionszyklus von
2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen tritt eine Succinat-CO2-Zwischenstufe auf (siehe Kapitel
2.1.1, Abb. 4).[15]
O
O
C
M
O
M
O
C
C
M O
O
η2-(C,O)
η1-C
η1-O
Abb. 105: Bindungsmöglichkeiten von CO2[365]
CO2 kann auf verschiedene Weisen an ein Metall koordinieren (Abb. 105). Zum einen η2 an
ein Kohlenstoff- und Sauerstoffatom koordiniert und zum anderen η1-gebunden an ein
Kohlenstoff- oder ein Sauerstoffatom. Es sind einige Ruthenium- und Eisen-CO2-Komplexe
mit η1- oder η2-gebundenem CO2 (z.B. [Fe(η2-CO2)(depe)2][366] und [Ru(bpy)2(CO)(η1-CO2)][367]) literaturbekannt.[365-368] Diese Verbindungen wurden durch Einleiten von CO2Gas unter Verdrängung eines N2-Liganden[366] oder durch Umwandlung eines CO-Liganden
Me
Me
N
N
Me
N
O
CO2-Gas
ON
Me
Ru
Ph3P O
O
Me
22
Abb. 106: Erfolglose Reaktion von 22 mit CO2
118
4. Ergebnisse und Diskussion
mit einer Base und anschließender H2O-Abspaltung erhalten.[367] Bislang ist nur ein UranKomplex mit über ein Sauerstoffatom-gebundenen, linearen CO2-Liganden bekannt.[369]
Es wurde daher versucht, einen CO2-Komplex durch Einleiten von CO2-Gas in eine Lösung
aus [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) zu erhalten und somit eine weitere Zwischenstufe anhand
einer Modellverbindung zu belegen. Jedoch war der Versuch, durch Einleiten von CO2 unter
IR-Kontrolle einen CO2-Komplex zu erhalten, nicht erfolgreich.
4.3.6 Versuchte Bildung eines N2-Adduktes [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(N2)]
Ein neutraler N2-Porphyrin-Ruthenium-Komplex konnte bereits 1988 anhand einer Kristallstruktur belegt werden.[370] Die Arbeitsgruppen von Kirchner, Moro-oka, Puerta und Valerga
berichten über sehr stabile Cp- und Tp-Ruthenium-Komplexe (z.B. [CpRu(N2)(PMeiPr2)2]B(3,5-C6H3(CF3)2)4[371] oder [TpRu(N2)(PEt3)2]BPh4[372]) mit N2 als Ligand. Von diesen
konnten auch einige Kristallstrukturen erhalten werden. Bei diesen Verbindungen handelt es
sich jedoch um kationische Komplexe.[341,
371-375]
Es wurde daher versucht, einen analogen
Bispyrazolylacetato-Komplex durch Einleiten von N2-Gas in eine Lösung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) zu erhalten. Die Reaktion wurde mittels IR-Spektroskopie über mehrere
Stunden verfolgt. Es konnte jedoch keine Reaktion beobachtet werden.
Me
Me
N
N
Me
N
O
N2-Gas
ON
Me
Ru
Ph3P O
O
Me
22
Abb. 107: Versuchte Umsetzung von 22 mit N2
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
119
4.3.7 Quantenmechanische Betrachtung der Umsetzung des AcetatoKomplexes 22 mit CO-, CO2-, SO2- und N2-Gas
Die Umsetzungen der Carboxylato-Komplexe 22 und 23 mit CO- und SO2-Gas waren im
Gegensatz zu denen mit N2- und CO2-Gas erfolgreich (siehe Kapitel 4.3.3–4.3.6). In unserer
Arbeitsgruppe wurden daher quantenmechanische Berechnungen durchgeführt, um die
theoretischen Bildungsenthalpien der erhofften CO-, CO2-, SO2- und N2-Komplexe mit den
experimentellen Befunden zu vergleichen (siehe Tab. 13). Als Startgeometrien wurden die
entsprechenden, von Hand modifizierten, Kristallstrukturen von 39 und 41 verwendet (die
Phenyl-Gruppe wurde durch eine Methyl-Gruppe ersetzt; anstelle von CO wurden N2 bzw.
O=C=O eingefügt).
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] +
CO
CO2
SO2
N2
Bildungsenthalpie in kJmol–1
-157.0
33.1
-255.0
-37.6
Tab. 13: Theoretische Bildungsenthalpien der CO-, CO2-, SO2- und N2-Komplexe
Es zeigt sich, dass die erfolgreichen Umsetzungen mit CO und SO2 eine deutliche negative
Bildungsenthalpie aufweisen und die Berechnungen somit gut mit dem Experiment übereinstimmen. Für die fehlgeschlagenen Reaktionen mit CO2 und N2 wurden kleine positive bzw.
negative Bildungsenthalpien berechnet. Im Rahmen der Genauigkeit quantenmechanischer
Berechnungen kann man aus diesen Ergebnissen allerdings keine verbindliche Aussage
ableiten, ob eine dieser Reaktionen möglich sein sollte oder nicht. Im Vergleich zu den
Umsetzungen mit CO und SO2 sind diese Reaktionen jedoch um über 120 kJmol–1
ungünstiger. Daher sollte im Experiment die Bildung der CO2- und N2-Komplexe gegenüber
den CO und SO2-Komplexen zumindest erheblich erschwert sein. Wie bereits in Kapitel 4.3.7
und 4.3.6 beschrieben, erfolgt bei den Umsetzungen mit CO2 und N2 keine Reaktion. Dieser
experimentelle Befund ist also in Übereinstimmung mit den berechneten Bildungsenthalpien.
120
4. Ergebnisse und Diskussion
4.3.8 σ-Donor-Eigenschaften und Besonderheiten des bdmpza-Liganden
Anhand der IR-Daten der NO- und CO-Komplexe kann man auf die σ-Donor-Eigenschaften
des bdmpza-Liganden rückschließen. Die Daten der SO2-Komplexe sind nur eingeschränkt
verwertbar, da hier der SO2-Ligand zusätzlich mit dem Carboxylato-Liganden wechselwirkt.
Die IR-Schwingungen der NO- und CO-Liganden liegen bei den Komplexen mit
Bispyrazolylacetato-Liganden bei größeren Wellenzahlen als bei Komplexen mit Tp- oder
Cp-Liganden (siehe Kapitel 4.3.2 und 4.3.3). Daraus kann man folgern, dass der bdmpzaLigand ein vergleichsweise schlechterer σ-Donor bzw. π-Donor ist. Um dies zu untermauern,
wurde die Partialladung des Rutheniums in den analogen Komplexen [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl]
(21), [TpRu(PPh3)2Cl], [Cp*Ru(PPh3)2Cl] und [CpRu(PPh3)2Cl] (56) quantenmechanisch
berechnet. Als Startgeometrien wurden die jeweiligen Kristallstrukturen und BP86/LACVP*
als Basissatz verwendet.
[(L)Ru(PPh3)2Cl]
Partialladung am Ruthenium
bdmpza
-0.052
Tp
-0.088
Cp*
-0.221
Cp
-0.232
Tab. 14: Berechnete Partialladung am Ruthenium im Komplex
[(L)Ru(PPh3)2Cl] (L = bdmpza, Tp, Cp* und Cp)[376]
Die berechneten Partialladungen am Ruthenium (siehe Tab. 14) ergeben einen klaren Trend.
Im Bispyrazolylacetato-Komplex 21 ist die Partialladung am geringsten. Im Tp-Komplex
liegt sie etwa 50% höher. In den Komplexen mit Cp-Liganden ist die Ladung am Ruthenium
mehr als viermal so groß. Dieser Befund kann z.B. anhand von CO-Komplexen bestätigt
werden. In Kapitel 4.3.3 wurde bereits diskutiert, dass für die Bindung eines CO-Liganden die
π-Rückbindung von großer Bedeutung ist. Da diese von der Elektronendichte am
Zentralmetall abhängig ist, ist die CO-IR-Bande perfekt dafür geeignet, Rückschlüsse auf die
Partialladung am Metall zu ziehen. So verschiebt sich die Lage der CO-Schwingung
ausgehend von [(bdmpza)Ru(PPh3)(Cl)(CO)][205] über [TpRu(PPh3)(Cl)(CO)][351] und
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
121
[CpRu(PPh3)(Cl)(CO)][353] nach [Cp*Ru(PPh3)(Cl)(CO)][355] von 1969 über 1965 und 1959
nach 1918 cm–1 zu kleineren Wellenzahlen (vgl. Kapitel 4.3.3, Tab. 9). Dies ist ein Indikator
für eine zunehmende Elektronendichte am Zentralmetall. Mit Ausnahme des Cp*-Liganden,
der aufgrund der spektroskopischen Daten eine erheblich größere Elektronendichte aufweist,
stimmen die theoretischen und experimentellen Daten sehr gut überein. Diesen generellen
Trend und die Ausnahmestellung des Cp*-Liganden kann man auch anhand der Komplexe
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(CO)] (38), [CpRu(PPh3)(OAc)(CO)][338] und [Cp*Ru(PPh3)(OAc)(CO)][219] mit der CO-Bande bei 1967 bzw. 1945 und 1925 cm–1 nachvollziehen.
Komplex
[(bdmpza)Ru(PPh3)2(Cl)] (21)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)] (25)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH2CO2H)] (27)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(CO)] (38)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(CO)] (39)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(SO2)] (40)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(SO2)] (41)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(Cl)(MeCN)] (42)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(MeCN)] (43)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(MeCN)] (44)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(MeCN)] (45)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(Cl)(Pyridin)] (46)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(Pyridin)] (47)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(Pyridin)] (48)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)(Pyridin )] (49)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)(Pyridin)] (50)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(Pyridin)] (51)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)N(H)CH2CO2H)] (52)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(Triketon)] (53)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(ASA)] (54)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(SA)] (55)
Durchschnitt ± Standardabweichung:
13
C [ppm]
(CO2–)
168.3
168.2
168.2
169.3
168.5
168.0
169.3
166.3
166.3
167.0
166.8
167.6
166.3
166.8
167.5
168.1
168.4
168.5
168.4
168.4
168.4
167.9
167.2
168.3
168.2
IR (CH2Cl2) [cm–1]
(CO2–)
(C=N)
1663
1560
1661
1563
1662
1563
1656
1563
1655
1563
1659
1563
1657
1563
1669
1564
1669
1565
1673
1566
1673
1567
1660
1565
1663
1564
1663
1574
1670
1564
1659
1565
1659
1567
1659
1568
1662
1565
1661
1565
1662
1565
1669
1561
1662
1558
1662
1564
1664
1564
167.8 ± 0.9
1663 ± 5 1564 ± 3
Tab. 15: Wichtige spektroskopische Daten des Bispyrazolylacetato-Liganden
122
4. Ergebnisse und Diskussion
Im Rahmen dieser Dissertation wurden über 30 Ruthenium-Komplexe mit Bispyrazolylacetato-Liganden synthetisiert. Vergleicht man die 13C-NMR- und IR-Daten der CarboxylatGruppe sowie die C=N-Schwingung der Pyrazolyl-Gruppen der BispyrazolylacetatoLiganden, ergibt sich ein überraschendes Bild. In Tab. 15 sind die Daten der 25 Komplexe
21–27 und 38–55 zusammengefasst. Die NO-Komplexe 30–37 wurden nicht betrachtet, da es
sich wegen des {RuII(NO+)}3+-Fragments um einen kationischen Komplex mit starkem
Einfluss auf alle Liganden handelt.
Das
13
C-NMR-Signal der Carboxylat-Gruppe weist mit 167.8 ± 0.9 ppm eine sehr kleine
Streuung auf. Die IR-Bande der Carboxylat-Gruppe sowie die charakteristische C=N-Bande
zeigen mit 1663 ± 5 bzw. 1564 ± 3 cm–1 nur eine geringe Abweichung. Der Bispyrazolylacetato-Ligand wird von anderen koordinierten Liganden also nur sehr wenig beeinflusst. Im
Gegensatz hierzu weisen die Daten einiger Cp- und Cp*-Komplexe (siehe Tab. 16) eine sehr
deutliche Verschiebung der Protonen-Signale des Cp-Liganden auf, wenn andere Liganden in
den Komplex eingeführt werden. Cp ist vor allem σ-Donor, hat aber π-Akzeptor-Eigenschaften und reagiert somit stark auf elektronische Änderungen am Zentralmetall.
Aufgrund dieses, sozusagen, neutralen Verhaltens des Bispyrazolylacetato-Liganden gegenüber der Koordination verschiedenster Liganden am Zentralmetall sollte dieser NNO-Ligand
ein guter Modell-Ligand für die faciale 2-His-1-Carboxylat-Triade der Enzyme sein.
Komplex
[CpRu(PPh3)2Cl][151]
[CpRu(PPh3)2(OAc)][219]
[CpRu(PPh3)(OAc)][338]
[CpRu(PPh3)(OAc)(CO)][338]
[Cp*Ru(PPh3)(OAc)][219]
[Cp*Ru(PPh3)(OAc)(CO)][219]
1
H [ppm]
5.99 (CDCl3)
4.46 (C6D6)
3.97 (C6D6)
4.97 (CDCl3)
2.83 (C6D6)
1.51 (C6D6)
Tab. 16: Änderungen der chemischen Verschiebung der Cp-Protonen
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
123
4.3.9 Bildung eines MeCN-Komplexes
Wie im vorherigen Kapitel beschrieben, gelang es, einige gasförmige Liganden in
Carboxylato-Komplexe einzuführen. Auf ähnliche Weise sollte es möglich sein, auch andere
Liganden an Carboxylato-Komplexe zu addieren. Bei Kristallisationsversuchen aus Acetonitril verfärbte sich der violette Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) nach einigen
Tagen gelb. Es lag die Vermutung nahe, dass sich dabei ein Acetonitril-Addukt [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(MeCN)] (45) gebildet hatte (siehe Abb. 108). Daher wurde dieser Effekt
näher untersucht und [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] in Acetonitril bis zum Verschwinden
der violetten Farbe (~2 Stunden) unter Rückfluss erhitzt und geziehlt zu 45 umgesetzt.
Me
Me
N
N
Me
N
O
Ph
N
Me
Ru
Me
N
MeCN
Δ, 2 h
ON
Ph3P O
Me
N
O
Me
ON
Ph3P O
O
O
O
Me
Ru
N
O
C
Me
Ph
26
45
Abb. 108: Bildung des Phenylglyoxylato-Acetonitril-Adduktes 45
Die 1H-NMR-Signale bei 1.62, 2.41, 2.52 und 2.55 ppm können den vier Methyl-Gruppen des
Bis(3,5-dimethylpyrazolyl)acetato-Liganden und ein Signal bei 1.97 ppm dem AcetonitrilLiganden zugeordnet werden. Die Acetonitril-Methyl-Gruppe kann man im
1
Spektrum bei 4.18 ppm beobachten. Die H- und
13
13
C-NMR-
C-NMR-Signale befinden sich somit im
Bereich anderer Acetonitril-Komplexe z.B. [TpRu(dppm)(MeCN)]CF3SO3 (1.86 ppm im
1
H-NMR- und 4.2 ppm im 13C-NMR-Spektrum)[377] (vgl. Tab. 17). Da der Addukt-Komplex
in anderen Lösungsmitteln als Acetonitril nach kurzer Zeit zum Edukt zurück reagiert und
deuteriertes Acetonitril mit dem Addukt austauscht, konnten unter anderem die Signale des
124
4. Ergebnisse und Diskussion
Nitril-Kohlenstoffs, die Carboxylato- und Keto-Gruppe des Phenylglyoxylato-Liganden nicht
detektiert werden. Das 31P-NMR-Signal bei 49.7 ppm wird dem Triphenylphosphan-Liganden
zugeordnet. Dies liegt in einem Bereich, wie er schon bei den CO- und SO2-Addukten
gefunden wurde (vgl. Kapitel 4.3.3 und 4.3.4) und ist mit dem Signal bei 51.7 ppm des
Komplexes [TpRuCl(PPh3)(MeCN)][378] vergleichbar.
Die charakteristischen IR-Banden des Acetonitril- und Bispyrazolylacetato-Liganden liegen
bei 2278 bzw. 1670 und 1564 cm–1 und beweisen die Koordination dieser Liganden. Die
Zusammensetzung dieses Addukt-Komplexes 45 wird durch ein FAB-Massenspektrum
bestätigt. Die gelbe Farbe des Komplexes ist darauf zurückzuführen, dass der 2-Oxocarboxylato-Ligand lediglich κ1O1-koordiniert und daher kein MLCT-Übergang wie im
Edukt-Komplex mehr möglich ist (siehe Kapitel 4.2.2).
In
analoger
Weise
wurden
die
2-Oxocarboxylato-Komplexe
[(bdmpza)Ru(PPh3)-
(O2CC(O)CH3)] (24) und [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Et)] (25) umgesetzt. Hierbei konnte
der Acetonitril-Komplex jedoch nicht isoliert werden. Hingegen reagieren die CarboxylatoKomplexe [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) und [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23) bereits bei
Raumtemperatur innerhalb von fünf Stunden praktisch quantitativ zu den entsprechenden
Acetonitril-Komplexen (siehe Abb. 109).
Me
Me
N
N
Me
N
O
Me
Ph3P O
O
R
R = Me (22)
Ph (23)
Me
N
MeCN
RT, 5 h
ON
Ru
Me
N
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
R
N
O
R = Me (43)
Ph (44)
Abb. 109: Umsetzung von Carboxylato-Komplexen mit Acetonitril
C
Me
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
IR (C≡N)
in cm–1
2275 CH2Cl2
[(bdmpza)Ru(PPh3)(Cl)(MeCN)] (42)
2269 KBr
2271 CH2Cl2
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(MeCN)] (43)
2263 KBr
2270 CH2Cl2
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(MeCN)] (44)
2268 KBr
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(MeCN)] 2278 CH2Cl2
2277 KBr
(45)
Komplex
MeCN
1
H in ppm
1.88
2.22
2.23
1.92
1.97
MeCN
13
C in ppm
3.67
124.0
4.60
124.7
2.23; 124.7
3.56; 124.1
3.80
n.d.
125
31
P in
ppm
48.8
53.4
53.6
51.9
49.7
[TpRuCl(PPh3)(MeCN)][378]
2278 KBr
2.10
51.7
[TpRuH(PPh3)(MeCN)][378]
2258 KBr
1.69
77.6
[TpRu(dppm)(MeCN)][O3SCF3][377]
2284
1.86
[TpRu(pn)(MeCN)]BPh4[377]
2272
2.34
4.2
126.2
4.9
127.4
7.0
69.4
Tab. 17: Spektroskopische Daten einiger MeCN-Ruthenium-Komplexe
Der Acetato-Acetonitril-Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(MeCN)] (43) weist die zwei
typischen Signalsätze für die Pyrazolyl-Gruppen in den 1H- und 13C-NMR-Spektrum auf. Die
Acetonitril-Signale des Komplexes 43 beobachtet man bei 2.22 (1H-NMR) bzw. 4.60 und
124.7 ppm (13C-NMR). Ein 31P-NMR-Singulett bei 53.4 ppm kann dem TriphenylphosphanLiganden zugeordnet werden.
Der Benzoato-Acetonitril-Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(MeCN)] (44) liegt in zwei
Isomeren vor und man findet auch hier die doppelten Signalsätze für die Pyrazolyl-Gruppen
in den NMR-Spektren. Die Acetonitril-Signale beobachtet man bei 2.23 und 1.92 im
1
H-NMR- bzw. 2.23 und 3.56 sowie 124.7 und 124.1 ppm im
Signale im
31
13
C-NMR-Spektrum. Zwei
P-NMR-Spektrum bei 53.6 und 51.9 ppm sind auf den Triphenylphosphan-
Liganden zurückzuführen. Die Natur der beiden Isomere ist anhand der spektroskopischen
Daten nicht zu klären. Insgesamt wären drei Isomere möglich, entweder koordiniert der
Benzoato-, der Acetonitril- oder der Triphenylphosphan-Ligand trans zur Carboxylat-Gruppe
des Bispyrazolylacetato-Liganden.
Im 13C-NMR-Spektrum sind die CO2–-Signale des Carboxylato-Liganden von 43 und 44 um
etwa 9 ppm zu höherem Feld verschoben, was auf eine κO1-Koordination des CarboxylatoLiganden hindeutet. Die IR-Banden des Acetonitril-Liganden von 43 und 44 bei etwa 2271
126
4. Ergebnisse und Diskussion
bzw. 2270 cm–1 sind in der Größenordnung anderer Acetonitril-Komplexe wie z.B. des
Tp-Komplexes [TpRuCl(PPh )(MeCN)][378] mit ~ν (C≡N) bei 2278 cm–1 (vgl. Tab. 17). FAB3
Massenspektren bestätigen die Zusammensetzungen der Acetonitril-Komplexe [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(MeCN)] (43) bzw. [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(MeCN)] (44).
Der Komplex [TpRuH(PPh3)(MeCN)] ist ein Katalysator für die Hydrogenierung von CO2 zu
Ameisensäure.[379] Diese Verbindung wird ausgehend von [TpRuCl(PPh3)(MeCN)] synthetisiert.[378] Daher wurde versucht, aus dem Chloro-Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)
mittels Acetonitril den Chloro-Monophosphan-Acetonitril-Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)(Cl)(MeCN)] (42) zu erhalten (siehe Abb. 110). Hierzu muss mehrfach mit Acetonitril
umgesetzt und freiwerdendes Triphenylphosphan mit Pentan entfernt werden.
Me
Me
N
N
Me
N
O
Me
Ru
Me
N
MeCN
- PPh3
ON
Ph3P Cl
Me
N
Me
N
O
ON
Ph3P Cl
PPh3
Me
Ru
N
C
Me
21
42
Abb. 110: Reaktion des Chloro-Ruthenium-Komplexes 21 mit Acetonitril
Der Komplex zeigt zwei Signalsätze für die Pyrazolyl-Gruppen im 1H- und
13
C-NMR-
Spektrum und das Signal eines einzelnen Triphenylphosphan-Liganden. Die AcetonitrilSignale beobachtet man bei 1.88 im 1H-NMR- bzw. 3.67 und 124.0 ppm im
13
C-NMR-
31
Spektrum. Ein Singulett bei 48.8 ppm im P-NMR-Spektrum wird dem TriphenylphosphanLiganden zugeordnet. Die IR-Bande des Acetonitrils wird bei 2275 cm–1 beobachtet. Ein
FAB-Massenspektrum bestätigt den Aufbau des Chloro-Acetonitril-Komplexes. In nachfolgend von S. Tampier durchgeführten Arbeiten konnte von 42 eine Röntgenstruktur erhalten
(siehe Abb. 111) und der Chloro-Acetonitril-Komplex bereits zum Hydrido-Komplex
umgesetzt werden.[380]
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
127
O2
N22
N21
N12
N11
O1
Ru1
Cl1
N71
C70
C71
P1
Abb. 111: Kristallstruktur von [(bdmpza)Ru(PPh3)(Cl)(MeCN)] (42)
4.3.10 Bildung eines Pyridin-Carboxylato-Komplexes
Da die Umsetzungen von 2-Oxocarboxylato-Komplexen mit Acetonitril nicht unproblematisch waren, wurde überprüft, ob Pyridin als Ligand besser geeignet ist. Möglicherweise
kann auch ein Triphenylphosphan-Ligand durch Pyridin verdrängt und so ein Di-PyridinKomplex erhalten werden. Dies hätte eine erhöhte Oxidationsstabilität zur Folge, da Pyridin
schwerer als Triphenylphosphan oxidiert werden kann. Dies könnte für die OxidationsKatalyse von Vorteil sein. Eine vollständige Umsetzung der Carboxylato-Komplexe 22 und
23, sowie der 2-Oxocarboxylato-Komplexe 24, 25 und 26 mit Pyridin erfolgt bereits bei
Raumtemperatur mit 10 Äquivalenten Pyridin in Methylenchlorid (siehe Abb. 112). Nach
einer Reaktionszeit von drei Tagen erhält man die entsprechenden Pyridin-Komplexe in sehr
guten Ausbeuten (68–92%).
128
4. Ergebnisse und Diskussion
Me
Me
N
N
N
O
Me
ON
Me
Ru
Ph3P O
N
Me
N
Me
Ph3P O
O
ON
Me
R = Me (23)
Et (24)
Ph (25)
Me
Ru
R
O
N
Ph3P O
ON
Ru
R
10eq Pyridin
CH2Cl2
N
O
Me
N
Me
Me
Me
O
R
N
R = Me (22)
Ph (23)
N
O
R = Me (47)
Ph (48)
C(O)Me (49)
C(O)Et (50)
C(O)Ph (51)
O
Abb. 112: Umsetzung von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen mit Pyridin
Komplex
d(Ru-Npy) 2 × d(Ru-Npz)
in Å
in Å
[(bdmpza)Ru(PPh3)(Cl)(Pyridin)] (46)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(Pyridin)] (47)
31
P in
ppm
49.5
2.082(5)
2.099(3)
2.138(17)
49.7
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(Pyridin)] (48)
50.5
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)(Pyridin)] (49)
49.7
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)(Pyridin)] (50)
2.095(4)
2.089(4)
2.115(3)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(Pyridin)] (51)
49.8
49.8
[TpmRu(Pyridin)3](PF6)2[381]
2.090(6)
2.068(5)
2.093(6)
[TpRu(OH2)(Pyridin)(=C=C(H)Ph)]OTf[382]
2.077(3)
2.084(9)
2.064(9)
2.073(9)
2.199(3)
2.071(4)
2.072(3)
Tab. 18: Spektroskopische Daten einiger Tpm- und bdmpza-Pyridin-Komplexe
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
129
Die Pyridin-Addukte 47, 48, 49, 50 und 51 zeigen, wie für unsymmetrische Komplexe
typisch, zwei Signalsätze für die Pyrazolyl-Gruppen im 1H- und
13
13
C-NMR-Spektrum. Im
C-NMR-Spektrum sind die CO2–-Signale des Carboxylato-Liganden etwa um 11 ppm zu
höherem Feld verschoben (178.0 47 bzw. 171.1 ppm 48). Diese Verschiebung wurde bereits
in anderen Komplexen mit κO1-koordinierten Carboxylato-Liganden beobachtet (vgl. Kapitel
4.3.2–4.3.4). Die Signale der Keto-Gruppen der 2-Oxocarboxylato-Komplexe sind um etwa
15 ppm zu höherem Feld verschoben und liegen mit 197.6 (49), 200.3 (50) bzw. 190.4 ppm
(51) in einem Bereich, der für nicht koordinierte Keto-Gruppen typisch ist (vgl. Kapitel
4.3.2). Das Singulett im 31P-NMR-Spektrum bei etwa 50 ppm wird dem TriphenylphosphanLiganden zugeordnet und liegt im Vergleich zu den Edukten um etwa 10 ppm bei höherem
Feld. Die Zusammensetzung der Komplexe wird durch FAB-Massenspektren bestätigt.
a)
b)
O2
O2
C1
C1
N22
N21
C2
C2
N12
N12
O1
N11
N11
Ru1
N31
C3
O3
N1
C4
N21
O1
Ru1
O4
P1
N22
P1
O41
O42
C41
C42
O43B
C43B
C44B
Abb. 113: Molekülstruktur von a) [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(Pyridin)] (47)
und b) [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Et)(Pyridin)] (50)
Von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(Pyridin)] (47) und [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Et)(Pyridin)]
(50) konnten Kristallstrukturen erhalten werden (siehe Abb. 113). Der Pyridin- und der
Triphenylphosphan-Ligand koordinieren jeweils trans zu einer der Pyrazolyl-Gruppen. Der
Acetato- bzw. 2-Oxocarboxylato-Ligand steht trans zur Carboxylat-Gruppe des Bispyrazolylacetato-Liganden. Da in der Struktur von 50 der Triphenylphosphan- und der 2-Oxocarboxylato-Ligand fehlgeordnet sind, ist hier keine detaillierte Diskussion möglich. Daher
130
4. Ergebnisse und Diskussion
werden im Folgenden nur die strukturellen Daten des Acetato-Pyridin-Komplexes 47 genauer
betrachtet. Im Wesentlichen unterscheiden sich die Strukturen von 47 und 50 jedoch kaum.
Die Längen der Bindungen des Bispyrazolylacetato-Triphenylphosphan-Ruthenium-Fragmentes und die daraus aufgespannten Winkel unterscheiden sich kaum von den bereits
Bindungslängen [Å]
Ru-N(11)
Ru-N(21)
Ru-O(1)
Ru-O(3)
Ru-P(1)
Ru-N(1)
C(1)-C(2)
C(2)-O(1)
C(2)-O(2)
C(1)-N(12)
C(1)-N(22)
C(3)-O(3)
C(3)-O(4)
C(3)-C(4)
2.138(3)
2.099(4)
2.109(3)
2.091(3)
2.3044(13)
2.082(3)
1.544(6)
1.281(5)
1.211(5)
1.453(5)
1.446(5)
1.282(5)
1.223(5)
1.517(7)
Bindungswinkel [°]
N(11)-Ru-N(21)
N(11)-Ru-P(1)
N(11)-Ru-O(1)
N(11)-Ru-O(3)
N(11)-Ru-N(1)
N(21)-Ru-P(1)
N(21)-Ru-O(1)
N(21)-Ru-O(3)
N(21)-Ru-N(1)
N(1)-Ru-O(3)
O(1)-Ru-P(1)
O(1)-Ru-N(1)
O(1)-Ru-O(3)
85.73(14)
171.04(10)
85.25(12)
92.88(12)
87.11(13)
97.87(10)
87.42(12)
94.40(13)
172.84(13)
85.92(12)
86.71(9)
92.02(12)
177.29(12)
Tab. 19: Ausgewählte Strukturdaten von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(Pyridin)] (47)
Bindungslängen [Å]
Ru-N(11)
Ru-N(21)
Ru-O(1)
Ru-O(41)
Ru-P(1)
Ru-N(31)
C(1)-C(2)
C(2)-O(1)
C(2)-O(2)
C(1)-N(12)
C(1)-N(22)
C(41)-O(41)
C(41)-O(42)
C(41)-C(42)
C(42)-O(43B)
2.089(4)
2.115(3)
2.108(3)
2.097(3)
2.303(3)
2.095(4)
1.556(5)
1.281(4)
1.228(4)
1.449(5)
1.449(4)
1.278(5)
1.223(5)
1.532(5)
1.19(2)
Bindungswinkel [°]
N(11)-Ru-N(21)
N(11)-Ru-P(1)
N(11)-Ru-O(1)
N(11)-Ru-O(41)
N(11)-Ru-N(31)
N(21)-Ru-P(1)
N(21)-Ru-O(1)
N(21)-Ru-O(41)
N(21)-Ru-N(31)
N(31)-Ru-O(41)
O(1)-Ru-P(1)
O(1)-Ru-N(31)
O(1)-Ru-O(41)
85.71(15)
97.34(13)
87.41(16)
93.81(16)
173.03(11)
171.38(8)
85.03(13)
93.83(13)
87.36(15)
87.36(17)
87.05(11)
91.28(16)
178.27(9)
Torsionswinkel [°]
O(42)-C(41)-C(42)-O(43B)
-120.5(10)
Tab. 20: Ausgewählte Strukturdaten von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Et)(Pyridin)] (50)
4.3 Reaktivität von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexen
131
diskutierten Strukturen 22×H2O, 26, 30, 34, 39 und 41. Die Bindungslängen der κ1-AcetatCarboxylat-Gruppe entsprechen den Werten der κ1-Acetat-Carboxylat-Gruppe des Komplexes
22×H2O oder der κ1-Benzoat-Gruppe des CO-Komplexes 39 (Ru-O(3) 2.091(3) vs. 2.087(3)
bzw. 2.059(3), C(3)-O(3) 1.282(5) vs. 1.255(6) bzw. 1.297(5), C(3)-O(4) 1.223(5) vs.
1.220(7) bzw. 1.231(5) Å).
Die Pyridin-Stickstoff-Ruthenium Bindung in [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(Pyridin)] (47) entspricht mit einer Länge von 2.082(5) Å der in Tp- und Tpm-Ruthenium-Komplexen (z.B.
[TpRu(OH2)(Pyridin)(=C=C(H)Ph)]OTf, 2.077(3) Å[382] oder [TpmRu(Pyridin)3](PF6)2,
2.068(5), 2.090(6) und 2.093(6) Å[381]) (vgl. Tab. 19). Die Pyridin-Liganden in 47 und 50 sind
um -24.42° bzw. 18.08° aus den von O(1)-Ru-O(3)-N(1) bzw. O(1)-Ru-O(41)-N(31) aufgespannten Ebenen verdreht (siehe Abb. 114).
a)
b)
N11
N21
N21
N11
O1
O3
N1
P1
O1
O41
N31
P1
Abb. 114; Detailausschnitte der Metallzentren von a) [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(Pyridin)]
(47) und b) [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Et)(Pyridin)] (50)
Zieht man einen Vergleich mit den berechneten HOMO- und LUMO-Orbitalen (Kapitel 4.3.4,
Abb. 103) des 16 VE-Fragments [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] und des Pyridins (siehe
Abb. 115), so sollte eine Wechselwirkung zwischen den d-Orbitalen des Rutheniums und den
σ- und π-Orbitalen des Pyridins möglich sein. Die Orbitalüberlappung wäre ohne die
Verdrehung des Pyridins besser, doch dabei würde sich der Pyridin-Ligand sterisch dem
Triphenylphosphan-Liganden und einer Pyrazol-Methyl-Gruppe annähern. Ein ähnlicher
Effekt wurde im Vinyliden-Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)Cl(=C=CHTol)] beobachtet.[205] In
der Kristallstruktur ist der Vinyliden-Ligand ebenfalls um etwa 20° aus der idealen Position
verdreht. DFT-Rechnungen ergeben, dass diese Anordnung um 3 kJmol–1 ungünstiger ist. Der
Unterschied zwischen der Kristallstruktur und der DFT-Geometrie ist möglicherweise auf
132
4. Ergebnisse und Diskussion
Kristallpackungseffekte zurückzuführen.[205] Diese Ergebnisse sollten auf die PyridinKomplexe übertragbar sein und die Verdrehung der Pyridin-Liganden erklären.
b)
a)
Abb. 115: Berechnetes a) HOMO und b) LUMO von Pyridin
Schlussendlich wurde versucht, den Chloro-Ruthenium-Komplex 21 analog zu der Reaktion
mit Acetonitril zu dem Chloro-Pyridin-Komplex umzusetzen. Bei Raumtemperatur erfolgt mit
10 Äquivalenten Pyridin in Methylenchlorid eine fast vollständige Reaktion (96% Ausbeute).
Unter Abspaltung eines Triphenylphosphan-Liganden wird dabei der Pyridin-Komplex
[(bdmpza)Ru(PPh3)(Cl)(Pyridin)] (46) gebildet (siehe Abb. 116). Zwei Signalsätze für die
Pyrazolyl-Gruppen im 1H- und
31
13
C-NMR-Spektrum und ein Singulett bei 49.5 ppm im
P-NMR-Spektrum deuten auf eine unsymmetrische Struktur mit einem Triphenylphosphan-
Liganden hin. Die Zusammensetzung des Komplexes wird durch den Molekülpeak im FABMassenspektrum bestätigt.
Me
Me
N
N
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P Cl
PPh3
Me
10eq Pyridin
CH2Cl2
- PPh3
Me
N
N
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P Cl
21
46
Abb. 116: Synthese des Chloro-Pyridin-Komplexes 46
N
4.4 Ruthenium-Komplexe mit Enzym-Inhibitoren
133
4.4 Ruthenium-Komplexe mit Enzym-Inhibitoren
Bei der Erforschung von Enzymen interessiert man sich nicht nur für die molekularen
Strukturen und die Katalysemechanismen. Ein weiteres Ziel der Forschung ist die Entwicklung neuer Enzym-Inhibitoren. Ein bekannte Leitstruktur für Inhibitoren der 2-Oxoglutaratabhängigen Enzyme wie die Prolyl-4-Hydroxylase (siehe Kapitel 2.1.2.5) und Faktor Inhibierende HIF (FIH) (siehe Kapitel 2.1.2.6) ist das zu 2-Oxoglutarat isostrukturelle N-Oxalylglycin (siehe Abb. 117) (vgl. Kapitel 2.2.1). Von dieser Grundstruktur wurden weitere
Inhibitoren z.B. für die Prolyl-4-Hydroxylase abgeleitet. Man erhofft sich hierbei eine
Anwendung bei der Behandlung von fibrotischen Krankheiten (vgl. Kapitel 2.1.2.5) und bei
der Tumor-Therapie (vgl. Kapitel 2.1.2.6).
O
O
HO
O
OH
HO
O
O
H
N
OH
O
Abb. 117: 2-Oxoglutarsäure und N-Oxalylglycin im Vergleich
Eine weitere Klasse sind die so genannten Triketon-Typ-Inhibitoren wie z.B. Leptospermon
(siehe Abb. 118). Ausgehend von der Triketon-Struktur wurde bereits eine große Zahl derartiger Verbindungen synthetisiert und auf ihre Wirksamkeit hin untersucht.
O
O
O
O
NO2
F3C
O
O
O
Abb. 118: Triketon-Alkaloid Leptospermon und davon abgeleiteter NTBC-Inhibitor
Diese Substanzen inhibieren, wie die strukturell verwandten Diketon-Inhibitoren, das Enzym
4-Hydroxyphenylpyruvat-Dioxygenase (4-HPPD) und werden vor allem als Herbizide (z.B.
Callisto®) eingesetzt (vgl. Kapitel 2.2.2). Außerdem wird eine Anwendung in der Humanmedizin zur Behandlung von Alkaptonurie und Tyrosinämie Typ 1 in Betracht gezogen (siehe
134
4. Ergebnisse und Diskussion
Kapitel 2.1.3). So wird der NTBC-Inhibitor (siehe Abb. 118) unter der Marke Orfadin® als
Wirkstoff Nitisinon zur Behandlung von Tyrosinämie Typ 1 verwendet.
Modell-Komplexe mit Inhibitoren könnten hilfreich sein um z.B. die Bindungseigenschaften
von Inhibitoren an Metalle zu untersuchen. In schnell und einfach durchzuführenden
„Vortests“ lassen sich so besonders geeignete potentielle Inhibitoren möglicherweise schon
erkennen bevor aufwändige Untersuchungen an Enzymen durchgeführt werden. Daher wurde
in dieser Arbeit versucht, Inhibitor-Modell-Komplexe mit bekannten Inhibitoren wie zum
Beispiel N-Oxalylglycin zu synthetisieren.
4.4.1 Inhibitor-Modell-Komplex
mit
dem
2-Oxoglutarat-analogen
N-Oxalylglycin
Den Enzym-Inhibitor N-Oxalylglycin erhält man analog zu der Synthese von H. J. Hales et al.
durch Umsetzung von Ethylglycinat Hydrochlorid mit Ethoxalylchlorid. Nach anschließender
basischer Verseifung und Behandlung mit einem sauren Ionentauscher erhält man das
N-Oxalylglycin (3) (siehe Abb. 119).[136]
O
HCl · H2N
O
OEt +
O
Cl
EtO
Δ, Argon
Toluol
H
N
EtO
O
O
OEt
O
O
1. NaOH
2. saurer
Ionentauscher
H
N
HO
O
O
OH
3
Abb. 119: Synthese von N-Oxalylglycin
Es wurde versucht, analog zu der Synthese der bereits beschriebenen 2-OxocarboxylatoKomplexe, durch Umsetzung des Acetato-Komplexes [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) mit
4.4 Ruthenium-Komplexe mit Enzym-Inhibitoren
135
N-Oxalylglycin einen N-Oxalyloglycin-Ruthenium-Modell-Komplex zu erhalten (siehe
Abb. 120). Hierbei fällt nach einigen Stunden Reaktionszeit aus CH2Cl2 ein orangefarbener
Feststoff aus. Der so gebildete Inhibitor-Ruthenium-Komplex 52 ist nur in sehr polaren
Lösungsmitteln wie DMF oder DMSO löslich.
Me
Me
N
N
Me
N
O
O
HO
ON
Me
Ru
Ph3P O
Me
H
N
CO2H
O
- HOAc
N
N
Me
CH2Cl2
O
22
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
HO2C
Me
Me
O
N
H
O
52
Abb. 120: Darstellung eines N-Oxalyloglycin-Ruthenium-Modell-Komplexes
Die 1H- und 13C-NMR-Spektren zeigen wiederum zwei Signalsätze für die Pyrazolyl-Gruppen
des Bispyrazolylacetato-Liganden und sprechen somit für eine unsymmetrische Geometrie.
Das FAB-Massenspektrum bestätigt, dass der N-Oxalylglycin-Inhibitor am Metall koordiniert
ist. Das ABX-System im 1H-NMR-Spektrum mit Signalen bei 3.53 und 3.68 ppm (jeweils
17.0 und 5.9 Hz) und 9.26 ppm (5.9 Hz) ist auf die CH2-NH-Einheit des N-Oxalylglycins
zurückzuführen. Die
13
C-NMR-Signale der Carboxylat- und Keto-Gruppe bei 162.9 bzw.
168.5 ppm unterscheiden sich äußerst stark von denen der κ2O1,O2-2-OxocarboxylatoKomplexe 24–27, da die C(O)-CH2-Einheit durch eine Amid-Einheit ersetzt wurde. Das
31
P-NMR-Spektrum zeigt ein Signal bei 59.2 ppm und liegt damit im Bereich der 2-Oxo-
carboxylato-Komplexe 24–27.
Im IR-Spektrum finden sich die Banden der asymmetrischen CO2--Schwingung des
Bispyrazolylacetato- bzw. des N-Oxalyloglycin-Liganden bei 1669 und 1624 cm–1 und die
C=N-Schwingung bei 1561 cm–1. Im UV/Vis-Spektrum von 52 fehlt scheinbar die starke
MLCT-Bande, wie die 2-Oxocarboxylato-Komplexe sie zeigen. Daher wurden DFTRechnungen durchgeführt und diese ergeben, dass ein MLCT eintreten sollte. Der Peak der
längstwelligen Absorption bei 311 nm weist bei etwa 400 nm eine Schulter auf. Möglicherweise ist diese auf den MLCT-Übergang zurückzuführen.
136
4. Ergebnisse und Diskussion
C1
O2
C2
N22
N12
N21
N11
O1
Ru1
O33
P1
O35
C34
C32
N31
O31
C31
O32
O34
C33
Abb. 121: Molekülstruktur von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)NHCH2CO2H)] (52)
Bindungslängen [Å]
Ru-N(11)
Ru-N(21)
Ru-O(1)
Ru-O(31)
Ru-O(33)
Ru-P(1)
C(1)-C(2)
C(2)-O(1)
C(2)-O(2)
C(1)-N(12)
C(1)-N(22)
C(31)-C(32)
C(31)-O(31)
C(31)-O(32)
C(32)-O(33)
C(32)-N(31)
N(31)-C(33)
2.062(4)
2.163(4)
2.088(3)
2.108(3)
2.107(3)
2.2943(16)
1.540(7)
1.261(5)
1.246(6)
1.451(6)
1.461(6)
1.529(7)
1.272(6)
1.242(6)
1.272(5)
1.306(6)
1.442(6)
Bindungswinkel [°]
N(11)-Ru-N(21)
N(11)-Ru-P(1)
N(11)-Ru-O(1)
N(11)-Ru-O(31)
N(11)-Ru-O(33)
N(21)-Ru-P(1)
N(21)-Ru-O(1)
N(21)-Ru-O(31)
N(21)-Ru-O(33)
O(1)-Ru-P(1)
O(1)-Ru-O(31)
O(1)-Ru-O(33)
O(31)-Ru-O(33)
84.35(16)
100.40(12)
86.56(15)
172.58(14)
96.84(15)
173.29(12)
85.93(15)
89.35(14)
91.68(15)
89.60(10)
96.92(14)
175.65(13)
79.40(14)
Torsionswinkel [°]
O(31)-C(31)-C(32)-O(33) 2.5(6)
C(33)-N(31)-C(32)-O(33) -2.9(7)
Tab. 21: Ausgewählte Strukturdaten von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)NHCH2CO2H)] (52)
4.4 Ruthenium-Komplexe mit Enzym-Inhibitoren
137
Die Molekülstruktur des N-Oxalyloglycin-Komplexes 52 zeigt den TriphenylphosphanLiganden trans zu einer Pyrazolyl-Gruppe (siehe Abb. 121). Der N-Oxalyloglycin-Ligand
bindet mit der Carboxylat-Gruppe trans zu einer Pyrazolyl-Gruppe und der Amid-Gruppe
trans zur Bispyrazolylacetat-Gruppe. Diese Anordnung entspricht der Koordination des
N-Oxalylglycin-Inhibitors (vgl. Abb. 123), wie sie anhand von Proteinstrukturen im aktiven
Zentrum des HIF inhibierenden Faktors FIH aufgefunden wurde (siehe Abb. 122).
Abb. 122: Aktives Zentrum des HIF inhibierenden Faktors FIH mit
gebundenem N-Oxalylglycin-Inhibitor (PDB-Code: 1H2K)[33]
His
Asp His
N
Fe
H2O O
-
O2C
N
H
ON
Ru
Ph3P O
O
O
HO2C
N
H
O
O
Abb. 123: Vergleich der Koordination des N-Oxalylglycin-Inhibitors im aktiven Zentrum
der HIF inhibierenden FIH und im Ruthenium-Modell-Komplex
Die Bindungslängen und Bindungswinkel des Bispyrazolylacetato-TriphenylphosphanRuthenium-Fragmentes unterscheiden sich kaum von denen der bereits diskutierten ModellKomplexe. Die Abstände Ru-N(11), Ru-N(21) und Ru-O(1) sind im N-OxalyloglycinKomplex 52 nahezu identisch zu dem Phenylglyoxylato-Komplex 26 (vgl. Tab. 22). Die
Bindung Ru-O(31) ist in beiden Komplexen mit 2.108(3) bzw. 2.095(2) Å praktisch gleich
138
4. Ergebnisse und Diskussion
lang wie auch die Bindungen C(31)-O(31) und C(31)-O(31) (1.272(6) vs. 1.282(4) und
1.242(6) vs. 1.237(4) Å). Lediglich der Abstand Ru-O(33) ist im Komplex 52 länger als in 26
(2.107(3) vs. 2.078(3) Å). Das liegt daran, dass es sich im ersten Fall um eine Amid- und im
zweiten Fall um eine Keton-Bindung handelt. Der Torsionswinkel O(31)-C(31)-C(32)-O(33)
beträgt im 2-Oxocarboxylato-Komplex 26 -0.3(5)° und im Inhibitor-Komplex 52 2.5(6)°. Der
N-Oxalylglycin-Inhibitor bindet demnach mit einer ebenfalls nahezu perfekt planaren
Geometrie an das Zentralmetall.
Bindungslängen
[Å]
Ru-N(11)
Ru-N(21)
Ru-O(1)
Ru-O(31)
Ru-O(33)
C(31)-O(31)
C(31)-O(32)
C(32)-O(33)
Ru-O2CC(O)NHCH2CO2H
Ru-O2CC(O)Ph
2.062(4)
2.163(4)
2.088(3)
2.108(3)
2.107(3)
1.272(6)
1.242(6)
1.272(5)
2.074(3)
2.170(3)
2.086(3)
2.095(2)
2.078(3)
1.282(4)
1.237(4)
1.258(4)
Tab. 22: Vergleich einiger Bindungslängen des N-Oxalyloglycin-Komplexes 52
und des Phenylglyoxylato-Komplexes 26
Ein Vergleich der Bindungslängen des Inhibitor-Modell-Komplexes mit denen im Enzym
wäre interessant, aber nicht sinnvoll, da die röntgenographische Auflösung der EnzymKristalle im Allgemeinen recht niedrig ist. Man kann jedoch sagen, dass N-Oxalyloglycin wie
2-Oxoglutarat im Enzym bindet und auch im Modell-Komplex identisch koordiniert. Somit
entsprechen die Ruthenium-Modell-Komplexe den Enzymen und sind daher theoretisch dazu
geeignet, die Koordinationseigenschaften von Inhibitoren zu testen. In einem Enzym kann die
Koordinationsweise eines Co-Substrates oder eines Inhibitors durch die Enzymtasche
bestimmt oder zumindest maßgeblich beeinflusst werden. Den Modell-Komplexen fehlt diese
Fähigkeit, dennoch nehmen der 2-Oxocarboxylato- und N-Oxalyloglycin-Ligand die identische Position am Zentralmetall ein. Daraus kann man schließen, dass die Koordination des
Co-Substrates bzw. des Inhibitors durch die elektronischen Eigenschaften des Metalles
bestimmt wird. Die Enzymtasche bildet daher vermutlich nur das Schloss und das Metall
bestimmt über seine elektronischen Eigenschaften die eigentliche Reaktion.
4.4 Ruthenium-Komplexe mit Enzym-Inhibitoren
4.4.2 Ruthenium-Modell-Komplex
mit
139
dem
Triketon-Typ-Inhibitor
2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxy-cyclohex-2-enon
Wie bereits in der Einleitung beschrieben, werden Verbindungen vom Triketon-Typ als
Inhibitoren für das Enzym 4-Hydroxyphenylpyruvat-Dioxygenase (4-HPPD) verwendet (vgl.
Kapitel 2.1.2). Um die Bindung des Inhibitors an das Zentralmetall des Enzyms nachzubilden,
wurde versucht, ein Modell mit Bispyrazolylacetato-Ruthenium-Komplexen zu erhalten.
Durch Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl)] (21) mit dem Thalliumsalz 11 des TriketonTyp-Inhibitors 2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxy-cyclohex-2-enon (3) erhält man in sehr guten
Ausbeuten (86%) den ockerfarbenen Triketon-Ruthenium-Komplex 53 (siehe Abb. 124).
Me
Me
N
N
N
O
Me
Cl
Me
Me
N
N
Me
Tl
Ph3P Cl
21
53a
CH2Cl2
Me
Ru
O
O
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
O
N
O
ON
Cl
O
Me
Me
N
PPh3
N
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
53b
Abb. 124: Synthese des Triketon-Ruthenium-Komplexes
O
O Cl
140
Die 1H-,
4. Ergebnisse und Diskussion
13
C- und
31
P-NMR-Spektren zeigen jeweils einen doppelten Signalsatz. Der
Triketon-Komplex liegt demnach in zwei Isomeren vor. Die NMR-Daten konnten daher nur
teilweise zugeordnet werden. Man findet wiederum zwei Signalsätze für die PyrazolylGruppen des Bispyrazolylacetato-Liganden, und somit handelt es sich bei beiden Isomeren
um unsymmetrische Geometrien. Die drei Methylen-Gruppen des Cyclohexandions sind
wegen der mehrfachen Aufspaltung intensitätsschwach und teilweise verdeckt und können
nicht sicher zugeordnet werden. Dasselbe gilt für die zahlreichen Signale der PhenylGruppen. Das
13
C-NMR-Signal der Carboxylat-Gruppe ist bei 167.2 bzw. 167.6 ppm im
normalen Bereich. Bei 186.5 bzw. 189.4 ppm findet man die „Brücken“-Keton-Gruppe. Die
13
C-NMR-Signale der Cyclohexan-Keton-Gruppen liegen bei 194.3, 195.1, 195.8 bzw.
197.5 ppm.
Das FAB-Massenspektrum bestätigt, dass der Bispyrazolylacetato-Ligand, ein Triphenylphosphan-Ligand und der Triketon-Inhibitor am Ruthenium koordiniert sind. Die IR-Banden
des Bispyrazolylacetato-Liganden liegen bei 1653 und 1558 cm–1. Im UV/Vis-Spektrum zeigt
sich keine MLCT-Bande, wie sie bei den 2-Oxocarboxylato-Komplexen gefunden wurde.
C1
O2
C2
O1
N22
N12
N21
N11
Ru1
P1
O5
O4
C60
C70
C71
C61
Cl1
C62 C76
O3
Abb. 125: Molekülstruktur von [(bdmpza)Ru(PPh3)(Triketon)] (53a)
4.4 Ruthenium-Komplexe mit Enzym-Inhibitoren
Bindungslängen [Å]
Ru-N(11)
Ru-N(21)
Ru-O(1)
Ru-O(4)
Ru-O(5)
Ru-P(1)
C(1)-C(2)
C(2)-O(1)
C(2)-O(2)
C(1)-N(12)
C(1)-N(22)
C(60)-O(5)
C(60)-C(61)
C(61)-C(62)
C(62)-O(3)
C(61)-C(70)
C(70)-O(4)
C(70)-C(71)
141
Bindungswinkel [°]
2.067(6)
2.149(6)
2.086(5)
2.056(5)
2.064(5)
2.303(2)
1.542(10)
1.263(8)
1.225(8)
1.437(9)
1.458(9)
1.273(8)
1.403(11)
1.472(10)
1.220(10)
1.421(11)
1.266(8)
1.495(11)
N(11)-Ru-N(21)
N(11)-Ru-P(1)
N(11)-Ru-O(1)
N(11)-Ru-O(4)
N(11)-Ru-O(5)
N(21)-Ru-P(1)
N(21)-Ru-O(1)
N(21)-Ru-O(4)
N(21)-Ru-O(5)
O(1)-Ru-P(1)
O(1)-Ru-O(4)
O(1)-Ru-O(5)
O(4)-Ru-O(5)
84.0(2)
97.84(17)
89.4(2)
93.2(2)
171.6(2)
168.34(16)
84.3(2)
91.9(2)
87.6(2)
84.20(14)
175.2(2)
89.28(19)
87.60(19)
Torsionswinkel [°]
O(4)-C(70)-C(61)-C(60) 20.5(12)
C(70)-C(61)-C(60)-O(5) -14.1(12)
C(76)-C(71)-C(70)-O(4) 48.4(9)
O(3)-C(62)-C(61)-C(70) 18.3(12)
Tab. 23: Ausgewählte Strukturdaten von [(bdmpza)Ru(PPh3)(Triketon)] (53a)
Von dem Triketon-Komplex konnten Kristalle erhalten und vermessen werden. In der
Kristallstruktur liegt nur ein Isomer vor (Abb. 125). Ein NMR-Spektrum der Kristalle zeigt
wiederum einen doppelten Signalsatz. In Lösung liegt demnach ein Gleichgewicht der beiden
Isomere vor und im Kristall ist ein Isomer offenbar energetisch begünstigt. Insgesamt sind
drei Isomere denkbar (siehe Abb. 126).
N
ON
Cl
O N
Ru
Ru
Ph3P O
N
O
O
53a (Kristall)
„0“ kJmol–1
Ph3P O
N
O N
Ru
O
O PPh3 O
Cl
O Cl
O
53b
+ 3.7 kJmol–1
53c
+ 15.9 kJmol–1
Abb. 126: Mögliche Geometrien von [(bdmpza)Ru(PPh3)(Triketon)]
und deren berechneten Energieunterschiede
142
4. Ergebnisse und Diskussion
Für das zweite Isomer ist die Form 53b, bei welcher ein Keton trans zum Carboxylat und ein
Keton trans zum Pyrazol steht, am wahrscheinlichsten. DFT-Rechnungen ergeben eine
Energiedifferenz von 53a zu 53b von 3.7 kJmol–1. Dies erklärt, dass 53a für die Kristallisation begünstigt ist und die zwei Isomere im NMR-Spektrum praktisch im Verhältnis 1:1
vorliegen. Das Isomer 53c mit beiden Ketonen trans zu den Pyrazolen ist nach den quantenmechanischen Berechnungen um 15.9 kJmol–1 ungünstiger als 53a bzw. 12.2 kJmol–1 ungünstiger als 53b und kann wahrscheinlich als zweites Isomer ausgeschlossen werden.
In der Kristallstruktur des Triketon-Komplexes 53a koordiniert die Cyclohexan-Keto-Gruppe
trans zu einer Pyrazol-Gruppe und die „Brücken“-Keto-Gruppe trans zur Acetat-Gruppe des
Bispyrazolylacetato-Liganden (siehe Abb. 125). Diese Anordnung entspricht jedoch nicht der
des Enzyms (vgl. Abb. 128). Dort bindet die Cyclohexan-Keto-Gruppe trans zur CarboxylatGruppe und die „Brücken“-Keto-Gruppe trans zur Histidin-Gruppe (siehe Abb. 127).
Abb. 127: Aktives Zentrum der 4-HPPD mit NTBC Inhibitor (PDB-Code: 1T47)[80]
Wegen der falschen Geometrie ist das kristallisierte Isomer 53a nur ein eingeschränktes
strukturelles Modell. Das zweite, um etwa 3.7 kJmol–1 ungünstigere, Isomer 53b sollte die
korrekte Koordination des Triketon-Inhibitors aufweisen und dürfte somit ein wesentlich
besseres Modell sein. Es wäre aber auch denkbar, dass im Enzym die Enzymtasche die
Koordination des Inhibitors (mit-) beeinflusst und ohne die Enzymtasche eine andere
Geometrie vorliegt.
4.4 Ruthenium-Komplexe mit Enzym-Inhibitoren
His
143
N
Glu His
Ru
Fe
O
ON
Ph3P O
O
CF3
Cl
O ON
2
O
O
Abb. 128: Vergleich der Geometrien im Enzym 4-HPPD:NTBC und im
Modell-Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)(Triketon)] (53a)
4.4.3 Acetylsalicylsäure-Ruthenium-Komplex
Der Enzym-Inhibitor Acetylsalicylsäure wird seit vielen Jahrzehnten in der Medizin
verwendet. Die Hauptwirkung von „Aspirin“ beruht hierbei auf der Inhibition von Cyclooxygenase-1 (Cox-1) und Cyclooxygenase-2 (Cox-2). Eine Wirkung auf andere Enzyme ist
nicht ausgeschlossen. Mit Hilfe des Thalliumsalzes Tl[ASA] (10) lässt sich ein RutheniumKomplex [(bdmpza)Ru(PPh3)(ASA)] (54) erhalten (siehe Abb. 129).
O
O
Me
Me
N
N
Me
O
Me
N
Tl+ -O
N
N
O
ON
Ph3P Cl
21
CH2Cl2
Me
Ru
Me
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
O
PPh3
O
54
Abb. 129: Darstellung eines Acetylsalicylato-Ruthenium-Komplexes
O
144
4. Ergebnisse und Diskussion
Zwei Signalsätze für die Pyrazolyl-Gruppen des Bispyrazolylacetato-Liganden in den 1H- und
13
C-NMR-Spektren sprechen für eine unsymmetrische Geometrie. Das FAB-Massenspektrum
und 1H-NMR-Signale bei 2.22, 6.78, 6.98, 7.25 und 7.47 ppm bestätigen die Koordination der
Acetylsalicylsäure. Das
13
C-NMR-Signal der Acetylsalicylat-Carboxylat-Gruppe bei 180.8
ppm und das 31P-NMR-Signal bei 59.8 ppm sind den Daten das Benzoato-Komplexes 23 sehr
ähnlich (183.8 bzw. 60.2 ppm). Das spricht für eine κ2-Koordination der Acetylsalicylsäure
über die Carboxylat-Gruppe. Die Banden des Bispyrazolylacetato-Liganden finden sich im
IR-Spektrum wie beim Benzoato-Komplex bei 1662 und 1564 cm–1.
Das Acetylsalicylat kann auf fünf verschiedene Arten an das Ruthenium koordinieren (siehe
Abb. 130). Die spektroskopischen Daten sprechen für eine κ2O1,O1’-Koordination der Acetylsalicylsäure. DFT-Rechnungen zeigen, dass diese Geometrie um über 74.9 kJmol–1 günstiger
ist und bestätigen somit die analytischen Befunde.
N
N
ON
Ph3P O
O
O
„0“ kJmol–1
O
ON
N
Ru
Ru
Ru
Ph3P O
N
ON
O
O
O
+ 74.9 kJmol–1
Ph3P O
ON
N
Ru
Ph3P O
O
O
O
+ 87.8 kJmol–1
ON
Ru
O
O
O
+ 90.0 kJmol–1
Ph3P
O
O
O
O
+ 103.3 kJmol–1
Abb. 130: Mögliche Isomere von [(bdmpza)Ru(PPh3)(ASA)]
und die berechneten Energieunterschiede
Die Acetylsalicylsäure konnte erfolgreich zu einem Acetylsalicylato-Ruthenium-Komplex
umgesetzt werden. Möglicherweise kann sich analog zum Ruthenium-Komplex in einem
eisenhaltigen Enzym mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade ein Acetylsalicylato-Komplex
bilden und die Funktion des Enzyms beeinflussen.
4.4 Ruthenium-Komplexe mit Enzym-Inhibitoren
145
4.4.4 Reaktion mit Thalliumsalicylat
Der Naturstoff Salicylsäure, die Vorstufe in der Acetylsalicylsäure-Synthese, hemmt ebenfalls
die Prostaglandin-Synthese, wird hierzu aber nicht mehr eingesetzt, da die Acetylsalicylsäure
wirksamer ist und nicht die starken Nebenwirkungen auf Magen und Darm hat. Eine
Anwendung findet die Salicylsäure in Kosmetikprodukten, zur Auflösung von (Horn-) Haut,
etc. und man nutzt die antibakteriellen Eigenschaften aus.[383] Durch Umsetzung von
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) mit Thalliumsalicylat (8) sollte man einen SalicylatoRuthenium-Komplex erhalten können (siehe Abb. 131).
Me
O
Me
Me
N
N
Me
O
H
N
N
+-
Tl O
Me
N
O
ON
Ph3P Cl
N
O
ON
Me
Me
PPh3
N
N
Me
ON
Ru
21
Ph3P O
O
O
O
H
N
O
Me
Ru
Ph3P O
CH2Cl2
Me
Ru
Me
55a
Me
O H
55b
Abb. 131: Versuchte Synthese eines Salicylato-Ruthenium-Komplexes
Da die so erhaltene gelblichgrüne Substanz aus zwei Isomeren besteht, konnten die 1H- und
13
C-NMR-Spektren nur teilweise zugeordnet werden. Anhand der Salicylat-Carboxylat-
Gruppe kann man jedoch strukturelle Rückschlüsse auf die beiden Isomere ziehen. Das
Carboxylat-Signal des Isomers 55a bei 184.5 ppm ist den κ2-Carboxylato-Komplexen 22
(188.7 ppm) und 23 (183.8 ppm) sehr ähnlich. Das Signal des zweiten Isomers 55b bei
146
4. Ergebnisse und Diskussion
177.2 ppm liegt im Bereich der κ1-Carboxylato-CO-Komplexe 38 (177.3 ppm) bzw. 39
(172.6 ppm) und der κ1-Carboxylato-SO2-Komplexe 40 (179.7 ppm) bzw. 41 (174.9). Das
spricht für eine κ2-Koordination der Salicylsäure über die Carboxylat-Gruppe im ersten
Isomer 55a. Im zweiten Isomer 55b handelt es sich demnach um eine κ1-Koordination der
Salicylat-Carboxylat-Gruppe. Die verbleibende Koordinationstelle wird sehr wahrscheinlich
durch die Hydroxid-Gruppe der Salicylsäure besetzt. Die IR-Banden bei 1664 und 1564 cm–1
sind auf den Bispyrazolylacetato-Liganden zurückzuführen und haben die gleiche Lage im
Spektrum wie die Carboxylato-Komplexe 22 und 23. Der Molekülpeak im FAB-Massenspektrum beweist die Koordination der Salicylsäure.
Die spektroskopischen Daten sprechen für ein Gemisch aus κ2- und κ1-koordiniertem
Salicylat. Es sind zwei Isomere mit einer κ1-Koordination möglich. Diese können spektroskopisch jedoch nicht unterschieden werden. Daher stellt sich die Frage, ob die SalicylatCarboxylat-Gruppe trans zur bdmpza-Carboxylat- (55b) oder trans Pyrazolyl-Gruppe (55c)
des Bispyrazolylacetato-Liganden bindet. Analog zu den κ1-Carboxylato-CO- und SO2Komplexen sollte die Koordination trans zur Carboxylat-Gruppe bevorzugt sein. DFT-Rechnungen zeigen, dass die κ2-Koordination am günstigsten ist. Von den beiden möglichen
κ1-Koordinationen ist die postulierte Variante mit dem Salicylat-Carboxylat trans zum
bdmpza-Carboxylat wesentlich günstiger als das Isomer mit dem Salicylat trans zu einem
Pyrazol (vgl. Abb. 132). Diese Ergebnisse stehen im Einklang mit den analytischen Befunden.
N
ON
N
Ru
Ph3P O
ON
N
Ru
Ph3P O
O
Ru
O
H
O
O
ON
Ph3P
O
O
O
H
H
55a
„0“ kJmol–1
55b
+ 33.1 kJmol–1
55c
+ 59.9 kJmol–1
Abb. 132: Kalkulierte Energieunterschiede der möglichen Isomere
von [(bdmpza)Ru(PPh3)(SA)]
4.4 Ruthenium-Komplexe mit Enzym-Inhibitoren
147
Es wäre denkbar, dass die Alkohol-Gruppe der Salicylsäure deprotoniert wird. Wie bereits,
erwähnt kann je nach Reaktionsführung das Mono- bzw. Di-Thallium-Salz der Salicylsäure
isoliert werden. Daher wurde [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] mit dem Dithalliumsalicylat unter Zugabe eines Gegenkations umgesetzt. Die so erhaltenen NMR-Spektren waren allerdings nicht
aussagekräftig und denen des Produkts der Umsetzung mit Thalliumsalicylat sehr ähnlich.
N
N
ON
N
Ru
Ru
Ph3P O
ON
Ph3P O
O
ON
Ru
O
Ph3P
O
O
O
O
O
„0“ kJmol–1
-42.5 kJmol–1
-47.1 kJmol–1
Abb. 133: Mögliche Isomere von [(bdmpza)Ru(PPh3)(Salicylat-Dianion)]–
und die berechneten Energieunterschiede
Im Falle eines Salicylat-Dianions sollte die Koordination über einen Carboxylat- und den
Phenolat-Sauerstoff begünstigt sein. DFT-Rechnungen bestätigen dies und die beiden möglichen Isomere sind energetisch fast gleich günstig (siehe Abb. 133). Im Falle eines SalicylatDianion-Komplexes sollte demnach in den beiden günstigsten Isomeren das Salicylat jeweils
κ1 über die Carboxylat-Gruppe koordinieren. Im Falle des Salicylat-Monoanion-Komplexes
verfügt eines der beiden wahrscheinlichsten Isomere über eine κ2- und das andere über eine
κ1-Geometrie der Salicylat-Carboxylat-Gruppe. Die entsprechenden
13
C-NMR-Signale bei
184.5 und 177.2 ppm sprechen für ein Isomer mit κ2- und eines mit κ1-Geometrie. Daher kann
ein Salicylat-Dianion-Komplex ausgeschlossen werden.
4.4.5 Modell-Komplexe mit Hydroxamaten
Hydroxamsäuren sind bei niederen Organismen für die Aufnahme und Verwendung von
Eisen von großer Bedeutung. Außerdem handelt es sich um starke und selektive Inhibitoren
für eine Reihe von Metalloenzymen. Deswegen und aufgrund weiterer bioaktiver Eigen-
148
4. Ergebnisse und Diskussion
schaften ist in den letzten Jahren das Interesse an den Hydroxamsäuren stetig gestiegen.[384]
Bislang sind kaum Ruthenium-Hydroxamate bekannt. Versuche, Ruthenium(III)-Hydroxamate zu erhalten, scheiterten meist an einer Nitrosyl-Abstraktion und einer daraus folgenden
Entstehung eines Ruthenium(II)-Nitrosyl-Komplexes. Daraus ergibt sich allerdings eine
mögliche Anwendung als NO-Quelle (vgl. Kapitel 2.3.2.4).[384]
Um Ruthenium(II)-Komplexe zu erhalten, wurde daher versucht, analog zu den 2-Oxocarboxylato-Komplexen mit Hilfe von Thalliumhydroxamaten die entsprechenden Ruthenium(II)Hydroxamato-Komplexe zu synthetisieren. Außerdem wurde versucht, diese Komplexe über
den Weg des Ligandenaustausches zu erhalten (Abb. 134).
Me
Me
N
N
N
O
Me
ON
O
N
Me
Ru
Ph3P O
H
HO
R
Me
O
R = Me, Ph,
o-Ph-OH
Me
N
N
22
Me
N
Me
H
Me
O
ON
Ph3P Cl
O
R
R = Me, Ph
Me
Ru
O
N
Tl
N
N
Me
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
R
?
O
N
H
R = Me, Ph, o-Ph-OH
PPh3
21
Abb. 134: Versuchte Synthese von Hydroxamato-Ruthenium-Komplexen
Mit der Methylhydroxamsäure findet keinerlei Reaktion statt. Mit anderen Hydroxamsäuren
wie z.B. Phenylhydroxamsäure findet je nach Reaktionsführung nur eine unvollständige
Reaktion statt oder die Umsetzung des Edukt-Komplexes ergibt nicht näher zu bestimmende
Produkte. In beiden Fällen zeigen die 1H-NMR-Spektren eine Vielzahl von Signalen, die nicht
zuzuordnen waren.
4.5 Versuche zur Oxidationskatalyse
149
4.5 Versuche zur Oxidationskatalyse
Bei den 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen erfolgt nach der Oxidation des Substrats und der
Bildung von Succinat die Regeneration des Enzyms. Dieser Schritt konnte mit ModellKomplexen nachgeahmt werden (vgl. Kapitel 4.2.3). Wesentlich interessanter ist die Frage,
ob die Oxidation mit Sauerstoff ebenfalls nachgebildet werden kann (siehe Abb. 135).
+ O2
O
O
-
-
O2C
O
O
H2O
His
Fe Asp
O2C
O
+ 2-Oxoglutarat
+ Substrat
O
His
Fe Asp
O
O
His
C
His
- Succinat, - CO2
- oxidiertes Substrat
N
ON
Oxidation ???
Ru
Ph3P O
Ph
+ O2
ON
Ru
Ph3P O
O
+ HO2CC(O)Ph
O
N
- HO2CPh
O
Ph
Abb. 135: Oxidation mit Sauerstoff und anschließende Regeneration
des Enzyms und des Modell-Komplexes
Wie bereits im Kenntnisstand besprochen, aktivieren Übergangsmetalle (z.B. Eisen) in
Enzymen Sauerstoff und ermöglichen über unterschiedliche Mechanismen die spinverbotene
Reaktion mit Triplett-3O2 und dem Substrat (siehe Kapitel 2.1). Im Vergleich zu den low-spin
Eisen(II)-Oxygenasen mit ungepaarten d-Elektronen ist eine derartige Aktivierung bei
low-spin Ruthenium(II)-Komplexen wahrscheinlich stark erschwert. Mit einem high-spin
Ruthenium(III)-Komplex, d.h. einem Wechsel der Oxidationsstufe, könnte die Reaktion
gelingen, jedoch wäre ein Ruthenium(III)-Komplex kein gutes Modell für Eisen(II)-Enzyme.
150
4. Ergebnisse und Diskussion
Anstelle von O2 könnten Peroxide wie H2O2, tert-Butylhydroperoxid und meta-Chlorperbenzoesäure sowie Iodosobenzol (PhIO) als Oxidationsmittel verwendet werden. So
gelang es Lipscomb et al., mit der Naphthalin-1,2-Dioxygenase (NDO) (vgl. Kapitel 2.1.5.4)
und Wasserstoffperoxid als Oxidationsmittel eine stöchiometrische Oxidation in der Art einer
„Peroxid-Shunt“-Reaktion durchzuführen.[119] Ebenso zeigen bestimmte Mutanten von
Cytochrom-P450-Monooxygenasen eine sehr hohe Aktivität bei katalytischen Oxidationen,
zumeist über den „Peroxid-Shunt“-Weg, mit Wasserstoffperoxid anstelle von O2 als Sauerstoffquelle.[385-387]
Die Verwendung von Wasserstoffperoxid anstelle von O2 als Oxidationsmittel könnte auch
bei 2-Oxoglutarat-abhängigen Enzymen möglich sein. Allerdings ist von der 1-Amino1-cyclopropancarboxylat-Oxidase (ACCO) (siehe Kapitel 2.1.4) bekannt, dass Wasserstoffperoxid das Enzym oxidativ schädigt. Durch Zugabe einer Katalase wird dies verhindert.[86]
Wie bereits im Kenntnisstand beschrieben, bildet sich bei eisenhaltigen Oxidationskatalysatoren in vielen Fällen mit Wasserstoffperoxid eine aktive Fe(IV)=O-Spezies (siehe auch
Kapitel 2.4.1). In Enzymen bildet sich mit Sauerstoff ebenfalls ein Fe(IV)=O-Intermediat
(vgl. Kapitel 2.1.1). Allerdings ist diese Reaktion nur möglich, wenn das Substrat gebunden
ist. Wird nun im Enzym mit H2O2 die Fe(IV)=O-Spezies gebildet, könnte bei fehlendem
Substrat eine Selbst-Hydroxylierung erfolgen und somit das Enzym inaktiviert werden. Eine
vergleichbare Selbst-Hydroxylierung in Gegenwart von Sauerstoff wurde im ModellKomplex [(TpPh2)Fe(O2CC(O)Ph)] beobachtet (vgl. Kapitel 2.3.2.1).
Eine an die „Peroxid-Shunt“-Reaktion angelehnte katalytische Oxidation sollte auch mit
Ruthenium(II)-Komplexen möglich sein. Erste Vorversuche zur Oxidations-Katalyse mit
Bispyrazolylacetato-Ruthenium-Komplexen und Luft bzw. Sauerstoff als Oxidationsmittel
waren nicht erfolgreich. Nachfolgend von S. Tampier durchgeführte Experimente zeigten erst
nach mehreren Tagen eine Reaktion, wobei Ruthenium(III)-Zweikern-Komplexe gebildet
wurden.[380] Zum einen könnte dies an einer erschwerten Sauerstoffaktivierung durch lowspin Ruthenium(II)-Komplexe liegen. Allerdings sind Ruthenium(II)-Katalysatoren, die
Sauerstoff als Oxidationsmittel nutzen können, in der Literatur beschrieben (siehe Kapitel
2.4.3). Zum anderen sind die Bispyrazolylacetato-Ruthenium-Modell-Komplexe koordinativ
abgesättigt. Somit muss O2 die Carboxylato- bzw. 2-Oxocarboxylato-Liganden aus einer
Bindungsposition verdrängen. Versuche mit [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) zeigten, dass
4.5 Versuche zur Oxidationskatalyse
151
H2O, CO und SO2 den Acetato-Liganden verdrängen können (siehe Kapitel 4.3.1, 4.3.3 und
4.3.4). N2 und CO2 sind hierzu jedoch nicht in der Lage (siehe Kapitel 4.3.5 und 4.3.6). Es ist
daher denkbar, dass O2 ebenfalls ein zu schwacher Ligand ist, um an das Ruthenium-Zentrum
zu koordinieren und somit auch nicht aktiviert werden kann.
Daher wurde versucht, mit Ruthenium(II)-Komplexen wie [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
und [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) und Wasserstoffperoxid sowie Iodosobenzol als
Oxidationsmittel Substrate wie Diphenylsulfid und Cyclohexen zu oxidieren. Die Bestimmung des Umsatzes sowie die Untersuchung der Oxidationsprodukte wurden mit Hilfe der
Gaschromatographie durchgeführt. Die quantitative Analyse erfolgte mit Octadecan (bei
Diphenylsulfid) oder Decan (bei Cyclohexen) als internen Standard über die Verhältnisse der
Peakflächen anhand zuvor erstellter Eichgeraden.
Wird Diphenylsulfid (Ph2S) oxidiert, sind die beiden Produkte Diphenylsulfoxid (Ph2SO) und
Diphenylsulfon (Ph2SO2) zu erwarten. Zunächst durchgeführte Blindproben ohne Zugabe von
Katalysator ergaben, dass Diphenylsulfid bei Raumtemperatur in Methylenchlorid nicht von
Wasserstoffperoxid oder Iodosobenzol (PhIO) oxidiert wird. Danach wurden die Komplexe
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22), [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) und [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) auf ihre katalytische Aktivität hin untersucht (siehe Abb. 136).
Ph
S
Ph
O
H2O2 oder PhIO
[Ru]
Me
Me
N
[Ru] =
N
Me
Ph
S
Ph3P O
Me
22
N
Me
O
Ph
S
Ph
O
Me
N
ON
Ru
+
Ph
Me
N
O
O
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
R
O
O
R = Me (24)
Ph (26)
Abb. 136: Oxidation von Diphenylsulfid mit verschiedenen Ruthenium-Katalysatoren
152
4. Ergebnisse und Diskussion
Alle drei Komplexe 22, 24 und 26 zeigen sowohl mit H2O2 (2.5 eq) als auch mit PhIO (1 eq)
Aktivität als Oxidations-Katalysatoren (vgl. Tab. 24). 22 und 24 erreichen mit H2O2 nur
geringe Umsätze, 26 jedoch einen beinahe vollständigen Umsatz von 97%. Außerdem
entsteht etwa 30% des doppelt oxidierten Produkts Diphenylsulfon. Die lässt auf eine hohe
Aktivität von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) schließen. Mit PhIO erhält man mit
allen drei Katalysatoren durchweg gute Umsätze (52–75%), sowie bis zu 15% doppelt
oxidiertes Produkt Ph2SO2. Da demnach zu einem gewissen Grad eine doppelte Oxidation
stattfindet, aber nur ein Äquivalent Iodosobenzol vorhanden ist, sollte man mit zwei Äquivalenten Oxidationsmittel wesentlich höhere Umsätze erhalten.
Turnover
Oxidations- Umsatz [%]
Ø (σ)
Number
mittel
*
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
H2O2
37.8 (25.1)
3.78
**
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
PhIO
75.3 (10.4)
7.53
*
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
H2O2
21.7 (23.3)
2.17
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) **
PhIO
51.7 (2.08)
5.17
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) ***
H2O2
97.2 (0.70)
9.72
**
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
PhIO
69.8 (2.99)
6.98
Doppelt oxidiertes Produkt Ph2SO2: * < 5%, ** < 15%, *** 27 – 35% (bezogen auf Ph2S)
Katalysator [10 mol%]
Tab. 24: Ergebnisse der Oxidationskatalyseversuche von Diphenylsulfid
Die Oxidation von Thioethern sollte wesentlich leichter erfolgen als die von Doppelbindungen. Bei der Verwendung von Cyclohexen als Substrat ist neben der Bildung von
Cyclohexenoxid auch die Entstehung von trans-Cyclohexan-1,2-diol und cis-Cyclohexan1,2-diol sowie Cyclohex-2-en-1-ol und Cyclohex-2-en-1-on denkbar. Zunächst durchgeführte
Blindproben ergaben auch hier, dass ohne Katalysator mit Wasserstoffperoxid und Iodosobenzol in CH2Cl2 keine Oxidation erfolgt. In weiteren Versuchen wurden die Komplexe
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22), [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) und [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) auf ihre katalytische Aktivität hin untersucht (siehe Abb. 137).
Die Komplexe 22, 24 und 26 zeigen mit Iodosobenzol (1 eq) Aktivität als Oxidations-Katalysatoren (siehe Tab. 25). Die Umsätze sind mit 24–42% allerdings nur mäßig. Mit H2O2 zeigen
der Acetato-Komplex 22 und der Pyruvato-Komplex 24 nur minimale bzw. keine Aktivität.
Dagegen erhält man mit [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) einen Umsatz von immerhin
4.5 Versuche zur Oxidationskatalyse
153
16%. In allen Fällen findet man nur Cyclohexenoxid als Produkt. Überraschenderweise zeigt
der Chloro-Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) mit PhIO einen vergleichsweise hohen
Umsatz von 42%. Mit Wasserstoffperoxid findet keine Reaktion statt. Weitere Kontrollversuche zeigten, dass mit den analogen Cp-Ruthenium-Komplexen [CpRu(PPh3)2Cl] (56),
[CpRu(PPh3)2(O2CCH3)] (57) und [CpRu(PPh3)2(O2CC(O)Ph)] (58) keine Oxidation erfolgt.
H2O2 oder PhIO
[Ru]
Me
Me
N
[Ru] =
N
Me
Me
N
ON
Me
Ru
Ph3P Cl
Me
N
N
O
O
Me
PPh3
Me
Me
N
N
O
N
ON
Me
Ru
Ph3P O
O
Me
22
ON
Me
Ru
Ph3P O
R
Me
21
N
O
O
O
R = Me (24)
Ph (26)
Abb. 137: Katalysierte Oxidation von Cyclohexen zu Cyclohexenoxid
Katalysator [10 mol%]
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
Oxidationsmittel
H2O2
PhIO
H2O2
PhIO
H2O2
PhIO
H2O2
PhIO
Umsatz [%]
Ø (σ)
42.1 (3.01)
3.0 (1.35)
43.9 (3.68)
24.3 (6.63)
16.3 (3.35)
24.1 (1.60)
Turnover
Number
4.21
0.30
4.39
2.43
1.63
2.41
Tab. 25: Ergebnisse der Oxidationskatalyseversuche von Cyclohexen
In einer ersten Versuchsreihe wurde die Oxidation mit tert-Butylhydroperoxid untersucht
(siehe Abb. 138). Erstaunlicherweise bildete sich nur eine äußerst geringe Menge Cyclohexenoxid und eine größere Menge Cyclohex-2-en-1-on (siehe Tab. 26). Der Gesamtumsatz
154
4. Ergebnisse und Diskussion
ist allerdings recht gering. In zukünftigen Experimenten muss dieses Katalyse-System
genauer untersucht werden.
O
tBuOOH
Me
Me
N
N
[Ru] =
N
Me
Me
O
N
ON
Ph3P Cl
N
Me
Ru
Me
Me
PPh3
Me
Me
N
N
O
ON
Ph3P O
N
Me
Ru
O
Me
22
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
R
Me
21
?
+
O
[Ru]
O
O
R = Me (24)
Ph (26)
Abb. 138: Oxidation von Cyclohexen mit tBuOOH
Katalysator [10 mol%]
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
Oxidationsmittel
tBuOOH
tBuOOH
tBuOOH
tBuOOH
Epoxid
Umsatz
TON
[%]
0.2
0.02
2.0
0.20
3.5
0.35
7.1
0.71
Keton
Umsatz
TON
[%]
11.4
1.14
13.5
1.35
3.5
0.35
18.1
1.81
Tab. 26: Ergebnisse der Oxidationskatalyseversuche von Cyclohexen mit tBuOOH
Bei den verwendeten Komplexen 21, 22, 24 und 26 handelt es sich sehr wahrscheinlich um
Katalysatorvorstufen. Vermutlich entstehen die eigentlichen Katalysatoren durch Verlust des
Triphenylphosphan-Liganden. Das durch Oxidation von PPh3 gebildete O=PPh3 kann in den
GC-Spektren detektiert werden. Bei der aktiven Spezies könnte es sich um Ruthenium(IV)Komplexe wie [(bdmpza)Ru(O)(O2CR)] oder auch um Ruthenium(VI)-Komplexe wie
[(bdmpza)Ru(O2)(O2CR)] handeln (vergleiche mit [(Me3TACN)Ru(O)(H2O)(O2CCF3)]+ oder
[(Me3TACN)Ru(O2)(O2CCF3)]+ in Kapitel 2.4.3).
4.5 Versuche zur Oxidationskatalyse
155
In ersten Versuchen haben Bispyrazolylacetato-Ruthenium-Komplexe gezeigt, dass es sich
bei ihnen um Oxidations-Katalysatoren handelt. In zukünftigen Experimenten müssen die
Reaktionsbedingungen und die Reaktionsdurchführungen optimiert und die maximalen
Umsatzzahlen bestimmt werden. Neben der Vertiefung der Experimente mit tert-Butylhydroperoxid sollte vor allem die Bestimmung der katalytisch aktiven Spezies vorgenommen
werden.
157
5. Experimenteller Teil
5.1 Allgemeines
5.1.1 Arbeitstechniken
Alle Arbeiten, mit Ausnahme der Synthese organischer Ausgangsverbindungen, erfolgten
unter Argon in Standard-Schlenkrohrtechnik. Sofern nicht anders vermerkt, wurden die
Reaktionen bei Raumtemperatur durchgeführt. Die verwendeten Lösungsmittel wurden nach
gängigen Verfahren getrocknet (CH2Cl2 und 1,2-Dichlorethan mit CaH2, Pentan und Hexan
mit LiAlH4, Benzol, Et2O, THF und Toluol mit Natrium, sowie MeOH und EtOH mit
Magnesium) und mit Argon bzw. Stickstoff gesättigt.
Für die Aufarbeitung wurden Methoden wie die Säulenchromatographie mit (Flash-) Kieselgel (Fa. Fluka), Filtration über Kieselgur (Fa. Riedel-de Haën) und Zentrifugation mit einer
Schlenkrohrzentrifuge verwendet. Salze konnten in einigen Fällen auch mit (ggf.
sauerstofffreiem) Wasser entfernt werden.
5.1.2 Spektroskopische und analytische Verfahren
Elementaranalyse:
Die Elementaranalysen erfolgten im Analytischen Labor des Fachbereichs Chemie der
Universität Konstanz auf einem CHN-O-RAPID der Firma Heraeus.
Massenspektren:
Die Massenspektren wurden auf einem Finnigan MAT 312 (modifiziert für FAB-MS)
und einem Finnigan MAT 8200 mit Ion Tech Ltd. FAB-Quelle gemessen.
158
5. Experimenteller Teil
IR-Spektren:
Die Messungen wurden auf einem Bio-Rad FTS 60 FT-IR-Spektrometer in CaF2Küvetten (d = 0.1 mm) oder in KBr-Matrix (Uvasol® Kaliumbromid für die IR-Spektroskopie der Fa. Merck und mechanische Presse SPECTAC) durchgeführt.
Die relativen Bandenintensitäten wurden wie folgt bezeichnet:
vs
sehr stark
vw
sehr schwach
s
stark
sh
Schulter
m
mittel
br
breit
w
schwach
NMR-Spektren:
Es wurden folgende Geräte verwendet:
Bruker AC 250 für 1H- und 13C-NMR-Spektren und einige DEPT Experimente
Jeol GX bzw. Lambda 400 für 31P-NMR-Spektren
Varian Inova 400 für 1H-, 13C- und 31P-NMR-Spektren und 2D-NMR-Experimente
Bruker DRX 600 Avance für 2D-NMR-Experimente und einige 1H- und
13
C-NMR-
Spektren
Die chemischen Verschiebungen sind relativ zu TMS angegeben. Hierzu wurde auf
TMS geeicht (CDCl3, d6-Benzol, d6-Aceton) oder auf das Lösungsmittel (d6-DMSO)
bzw. auf zugesetztes d6-Aceton (D2O). 31P-Spektren wurden relativ zu einem externen
Standard von Wilmad (H3PO4 100%) geeicht.
Für die beobachteten Signale wurden folgende Abkürzungen verwendet:
s
Singulett
q
Quartett
d
Dublett
sep
Septett
dd
Doppeldublett
m
Multiplett
ddd
doppeltes Doppeldublett
vd
virtuelles Dublett
dt
Doppeltriplett
vdt
virtuelles Doppeltriplett
dq
Doppelquartett
vt
virtuelles Triplett
t
Triplett
br
breit
5.1 Allgemeines
159
Gaschromatograph:
ThermoFinnigan Trace GC mit Autosampler AS 2000.
Röntgenstrukturanalyse:
Die Röntgenstrukturanalysen erfolgten auf einem modifizierten Siemens P4 Diffraktometer und einem Enraf-Nonius CAD4 MACH3 Diffraktometer.
Schmelzpunktbestimmung:
Die Schmelzpunkte wurden auf einem Gerät der Firma Gallenkamp unter Verwendung
von einseitig abgeschmolzenen Schmelzpunktbestimmungsröhrchen ermittelt.
UV/Vis-Spektren:
Hewlett-Packard Diode-Array-Spektrometer 8453, Quarzglasküvette (d = 10 mm).
Sonstiges:
Hettich Rotina 46 R Schlenkrohrzentrifuge
5.1.3 Ausgangsverbindungen
Folgende handelsübliche Chemikalien wurden käuflich erworben und ohne weitere Reinigung
verwendet:
-
Acetylsalicylsäure
-
1,3-Cyclohexandion
-
Acrylsäure
-
Dibromessigsäure
-
Aluminiumtrichlorid, wasserfrei
-
Dichloressigsäure
-
Ameisensäure
-
3,5-Dimethylpyrazol
-
Ascorbinsäure
-
Ethylglycinat hydrochlorid
-
Benzoesäure
-
Glycin
-
Benzyltriethylammoniumchlorid
-
Glyoxylsäure
-
Brenztraubensäure
-
4-Hydroxyphenylessigsäure
-
o-Chlorbenzoesäure
-
Kalium-tert-butylat
160
5. Experimenteller Teil
-
Kohlenstoffmonoxid
-
Salicylhydroxamsäure
-
Nitrosyltetrafluoroborat
-
Schwefeldioxid
-
Oxalsäure-monoethylesterchlorid
-
Stickstoffmonoxid (2.5)
-
2-Oxoglutarsäure
-
tert-Butylhydroperoxid
-
Phenylglyoxylsäure
-
Thalliumacetat
-
Phenylhydroxamsäure
-
Thalliumcarbonat
-
Pyrazol
-
Triphenylphosphan
-
Ruthenium(III)chlorid-trihydrat
-
Wasserstoffperoxid
-
Salicylsäure
Folgende Ausgangsverbindungen wurden nach literaturbekannten Methoden hergestellt:
-
Bis(pyrazol-1-yl)essigsäure (Hbpza) (1)[190]
-
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)essigsäure (Hbdmpza) (2)[188, 189]
-
o-Chlorbenzoesäurechlorid[388]
-
Iodosobenzol[389]
-
N-Oxalylglycin[136] (unter Verwendung der Ethylester anstelle der Methylester)
-
[(bpza)Ru(PPh3)2Cl] (20)[201]
-
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)[201]
-
[CpRu(PPh3)2Cl] (56)[159]
5.2 Synthese der Vorstufen
161
5.2 Synthese der Vorstufen
5.2.1 Bis(pyrazol-1-yl)essigsäure (Hbpza) (1)[190]
CO2H
N
N
N
N
Pyrazol (5.00 g, 73.0 mmol), Dichloressigsäure (3.87 g, 30.0 mmol), KOH (7.57 g,
135 mmol), K2CO3 (18.66 g, 135 mmol) und Benzyltriethylammoniumchlorid (1.00 g,
4.40 mmol) werden in THF (100 mL) 65 Stunden unter Rückfluss erhitzt. Das Lösungsmittel
wird im Vakuum entfernt und der Rückstand in Wasser (150 mL) aufgenommen. Mit
verdünnter HCl stellt man einen pH-Wert von 7 ein und extrahiert mit Diethylether
(4 × 150 mL) um überschüssiges Pyrazol zu entfernen. Die Wasserphase wird mit verdünnter
Salzsäure auf pH = 1 eingestellt und mit Diethylether (4 × 150 mL) extrahiert. Die vereinigten
organischen Phasen werden über Na2SO4 getrocknet und das Lösungsmittel am Rotationsverdampfer entfernt. Der leicht gelbliche Rückstand wird aus Acetonitril umkristallisiert und
man erhält 1 als farbloses Pulver.
Ausbeute 2.85 g (14.8 mmol, 49%). – 1H-NMR (d6-DMSO, 250 MHz): δ = 5.74 (dd, 2H,
Hpz, 3JHH = 2.2 Hz, 3JHH = 2.2 Hz), 6.97 (s, 1H, CH), 6.98 (d, 2H, Hpz, 3JHH = 2.2 Hz), 7.37 (d,
2H, Hpz, 3JHH = 2.2 Hz) ppm.
162
5. Experimenteller Teil
5.2.2 Synthese von 2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxycyclohex-2-enon (3)[324]
Cl
O
3
2
O
1
HO
4
5
6
1,3-Cyclohexandion (7.85 g, 70.0 mmol) und Pyridin (5.45 g, 68.9 mmol) werden in CH2Cl2
(160 mL) vorgelegt, mit o-Chlorbenzoesäurechlorid (12.1 g, 69.0 mmol) versetzt und 4 h
gerührt. Die Mischung wird auf kaltes Wasser (200 mL) gegeben und die organische Phase
mit verdünnter Salzsäure, gesättigter NaHCO3- und NaCl-Lösung (jeweils 150 mL)
gewaschen.
Man
trocknet
Rotationsverdampfer.
Das
über
Na2SO4
Rohprodukt
wird
und
zu
entfernt
einer
das
Lösung
Lösungsmittel
von
am
wasserfreiem
Aluminiumtrichlorid (17.1 g, 128 mmol) in CH2Cl2 (150 mL) gegeben und 17 h gerührt. Man
gibt auf kalte 10%-ige Salzsäure (150 mL) und extrahiert die Wasserphase mit CH2Cl2
(2 × 150 mL). Die vereinigten organischen Phasen werden mit NaCl-Lösung (150 mL)
gewaschen, über Na2SO4 getrocknet und das Lösungsmittel entfernt. Der Rückstand wird mit
Et2O extrahiert (3 × 100 mL) und im Vakuum getrocknet. Man extrahiert mit heißem Hexan
und erhält nach Abkühlen das Produkt 3, welches durch Umkristallisieren aus Hexan weiter
gereinigt werden kann.
Ausbeute 2.60 g (10.4 mmol, 15%). – 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 2.05 (dt, 2H, C5H2,
3
JHH = 6.4 Hz, 3JHH = 6.6 Hz), 2.46 (t, 2H, C4H2 oder C6H2, 3JHH = 6.6 Hz), 2.78 (t, 2H, C6H2
oder C4H2, 3JHH = 6.4 Hz), 7.15–8.05 (m, 4H, HAryl), 16.01 (s, 1H, OH). – 13C-NMR (CDCl3,
62.9 MHz): δ = 19.0, 32.4, 37.6 (3 × CH2), 114.1 (C), 126.6, 127.2, 129.2, 130.5 (4 × CHAryl),
138.8, n.d. (2 × CAryl), 193.7, 196.8, 197.0 (2 × C=O und C-OH).
5.2 Synthese der Vorstufen
5.2.3 Optimierte
163
Darstellung
von
Dichloro-tris(triphenylphosphan)-
ruthenium(II) [RuCl2(PPh3)3] (19)[325]
Cl
Cl
PPh3
Ru PPh3
PPh3
RuCl3·3H2O (0.500 g, 1.91 mmol) und PPh3 (3.00 g, 11.4 mmol) werden in MeOH (100 mL)
gelöst und 3 h unter Rückfluss erhitzt. Der ausgefallene Produktkomplex wird filtriert und
mehrmals mit abs. Et2O gewaschen. Man trocknet im Vakuum und erhält 19 als
kaffeebraunes Pulver.
Ausbeute 1.38 g (1.44 mmol, 75%). IR (KBr): ~ν = 1482 m, 1434 vs cm–1. – CHN-Analyse
C54H45Cl2P3Ru (958.84): berechnet C 67.64, H 4.73; gefunden C 67.64, H 5.03.
5.2.4 Synthese der Thallium-Salze
Allgemeine
Vorschrift
A.
Synthese
von
Thallium-Carboxylaten
mit
Thalliumacetat.
Thalliumacetat (4) und die äquimolare Menge Carbonsäure werden in Wasser gelöst. Das
H2O/HOAc-Azeotrop wird abdestilliert und der Vorgang einmal wiederholt.
Allgemeine Vorschrift B. Synthese der Thalliumsalze von Säuren mit
Thalliumcarbonat.
Thalliumcarbonat und die äquimolare Menge Säure werden in Wasser gelöst und heftig einen
Tag bei RT gerührt. Das Lösungsmittel wird im Vakuum entfernt.
164
5. Experimenteller Teil
Thalliumbenzoat – Tl[O2CPh] (5)
O
Tl+ -O
Thalliumacetat (4) (2.01 g, 7.64 mmol) und Benzoesäure (0.933 g, 7.64 mmol) in Wasser
(2 × 100 mL) werden nach Vorschrift A umgesetzt. Der zurückbleibende farblose Feststoff 5
wird aus H2O/Aceton kristallisiert.
Ausbeute 1.99 g (6.11 mmol, 80%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 250 MHz): δ =
7.25–7.50 (m, 3H, Ph), 7.60–7.80 (m, 2H, Ph) ppm. – 13C-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton,
62.9 MHz): δ = 129.7, 130.2 (o- und m-Ph), 132.7 (p-Ph), 137.6 (i-Ph), 176.8 (CO2–) ppm. –
CHN-Analyse C7H5O2Tl (325.50): berechnet C 25.83, H 1.55; gefunden C 26.00, H 1.68. –
Schmelzpunkt >300°C.
Thalliumphenylglyoxylat – Tl[O2CC(O)Ph] (6)
O
Tl+ -O
O
Thalliumacetat (4) (1.61 g, 6.11 mmol) und Phenylglyoxylsäure (0.918 g, 6.11 mmol) in
Wasser (2 × 60 mL) werden nach Vorschrift A umgesetzt. Der zurückbleibende farblose
Feststoff 6 wird aus H2O/Aceton kristallisiert.
Ausbeute 2.08 g (5.88 mmol, 96%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 250 MHz): δ =
7.45 (vt, 2H, m-Ph), 7.61 (vt, 1H, p-Ph), 7.81 (vd, 2H, o-Ph) ppm. – 13C-NMR (D2O + 1% v/v
d6-Aceton, 62.9 MHz): δ = 129.5, 130.0 (o- und m-Ph), 132.3 (i-Ph), 135.5 (p-Ph), 173.0
(CO2–), 197.0 (C=O) ppm. – CHN-Analyse C8H5O3Tl (353.51): berechnet C 27.18, H 1.43;
gefunden C 27.18, H 1.44. – Schmelzpunkt 140°C (Zersetzung).
5.2 Synthese der Vorstufen
165
Thallium-2-oxoglutarat – Tl[O2CC(O)CH2CH2CO2H] (7)
O
CO2H
Tl+ -O
O
Thalliumacetat (4) (1.00 g, 3.80 mmol) und 2-Oxoglutarsäure (0.555 g, 3.80 mmol) in Wasser
(2 × 50 mL) werden nach Vorschrift A umgesetzt. Man destilliert bei 55°C im Vakuum. Der
zurückbleibende farblose Feststoff 7 wird mit Aceton gewaschen.
Ausbeute 1.20 g (3.40 mmol, 89%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 250 MHz): δ =
2.49 (t, 2H, CH2-CO2–, 3JHH = 6.6 Hz), 2.85 (t, 2H, CH2-CO, 3JHH = 6.6 Hz) ppm. – 13C-NMR
(D2O + 1% v/v d6-Aceton, 62.9 MHz): δ = 28.6 (CH2-CO), 36.6 (CH2-CO2–), 170.3 (CO2–),
178.6 (CO2H), 191.3 (C=O) ppm. – CHN-Analyse C5H5O5Tl (349.47): berechnet C 17.18, H
1.44; gefunden C 16.67, H 1.36. – Schmelzpunkt 130°C (Zersetzung).
Thalliumsalicylat – Tl[SA] (8)[326]
O
OH
Tl+ -O
Reaktion von Thalliumcarbonat (0.848 g, 1.81 mmol) mit Salicylsäure (0.500 g, 3.62 mmol)
in Wasser (15 mL) nach Vorschrift B ergibt das farblose Produkt 8.
Ausbeute 0.968 g (2.83 mmol, 78%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 250 MHz): δ =
6.83 (m, 2H, HAryl), 7.32 (m, 1H, HAryl), 7.69 (m, 1H, HAryl) ppm. – 1H-NMR (d6-DMSO, 250
MHz): δ = 6.66 (m, 2H, HAryl), 7.19 (m, 1H, HAryl), 7.68 (m, 1H, HAryl) ppm. –
13
C-NMR
(D2O + 1% v/v d6-Aceton, 62.9 MHz): δ = 117.7, 119.5, 120.8, 131.9, 135.4 (5 × CAryl), 161.0
(CAryl-OH), 176.6 (CO2–) ppm. – 13C-NMR (d6-DMSO, 62.9 MHz): δ = 115.8, 116.7, 120.6,
166
5. Experimenteller Teil
129.9, 131.7 (5 × CAryl), 161.6 (CAryl-OH), 172.1 (CO2–) ppm. – CHN-Analyse C7H5O3Tl
(341.50): berechnet C 24.62, H 1.48; gefunden C 24.47, H 1.54. – Schmelzpunkt 190°C.
Dithalliumsalicylat – Tl2[SA] (9)
O
O- +Tl
Tl+ -O
Thalliumcarbonat (1.09 g, 2.32 mmol) und Salicylsäure (0.320 g, 2.32 mmol) werden in
Wasser (20 mL) gelöst und heftig einen Tag bei Raumtemperatur gerührt. Das Wasser wird
im Vakuum entfernt und man erhält das farblose Produkt 9.
Ausbeute 0.931 g (1.71 mmol, 74%). – 1H-NMR (D2O + d6-Aceton, 250 MHz): δ = 6.82 (m,
2H, HAryl), 7.33 (m, 1H, HAryl), 7.67 (m, 1H, HAryl) ppm. – 1H-NMR (d6-DMSO, 250 MHz):
δ = 6.69 (m, 2H, HAryl), 7.20 (m, 1H, HAryl), 7.69 (m, 1H, HAryl) ppm. – 13C-NMR (D2O + d6Aceton, 62.9 MHz): δ = 117.8, 119.7, 120.7, 131.9, 135.3 (5 × CAryl), 161.1 (CAryl-O), 176.8
(CO2–) ppm. –
13
C-NMR (d6-DMSO, 62.9 MHz): δ = 116.0, 117.3, 120.8, 130.3, 132.2
(5 × CAryl), 161.4 (CAryl-O), 172.7 (CO2–) ppm. – CHN-Analyse C7H4O3Tl2 (544.87):
berechnet C 15.43, H 0.74; gefunden C 15.58, H 0.92. – Schmelzpunkt 200°C (Zersetzung).
Thalliumacetylsalicylat – Tl[ASA] (10)
O
O
Tl+ -O
O
5.2 Synthese der Vorstufen
167
Reaktion von Thalliumcarbonat (0.653 g, 1.39 mmol) mit Acetylsalicylsäure (0.502 g,
2.79 mmol) in Wasser (15 mL) nach Vorschrift B ergibt das farblose Produkt 10.
Ausbeute 0.929 g (2.42 mmol, 87%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 250 MHz): δ =
2.23 (s, 3H, Me), 6.80–7.75 (m, 4H, HAryl) ppm. – 13C-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 62.9
MHz): δ = 20.9 (Me), 116.7, 119.7, 126.8, 130.8, 134.3 (5 × CAryl), 160.0 (CAryl-O), 173.6,
175.5 (Me-CO2, CO2–) ppm. – CHN-Analyse C9H8O4Tl (383.53): berechnet C 28.18, H 1.84;
gefunden C 27.22, H 1.89. – Schmelzpunkt 95°C.
Thallium-2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxylatcyclohex-2-enon – Tl[Triketon] (11)
Cl
Tl+
O
O
O
Thalliumcarbonat (0.472 g, 1.01 mmol) wird mit 2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxycyclohex2-enon (0.505 g, 2.01 mmol) in Wasser (10 mL) nach Vorschrift B umgesetzt. Nach Waschen
mit Aceton und Trocknen im Vakuum erhält man das farblose Produkt 11.
Ausbeute 0.680 g (1.50 mmol, 74%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 250 MHz): δ =
1.78 (dt, 2H, CH2, 3JHH = 6.3 Hz, 3JHH = 6.3 Hz), 2.26 (t, 4H, 2 × CH2-C(O), 3JHH = 6.3 Hz),
7.06–7.32 (m, 4H, HAryl) ppm. –
13
C-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 62.9 MHz): δ = 20.8
(CH2), 38.8 (2 × CH2-C(O)), 118.3 (Cquartär), 128.4, 128.6, 129.2, 130.9, 131.3, 144.1
(6 × CAryl), 196.8 (C=O), 201.7 (2 × C=O) ppm. – CHN-Analyse C13H10ClO3Tl (454.06):
berechnet C 34.39, H 2.22; gefunden C 34.29, H 2.45. – Schmelzpunkt 90°C.
168
5. Experimenteller Teil
Thalliumphenylhydroxamat – Tl[ON(H)C(O)Ph] (12)
H
O
N
Tl+ -O
Thalliumcarbonat (0.468 g, 0.998 mmol) wird mit Phenylhydroxamsäure (0.274 g,
2.00 mmol) in Wasser (15 mL) nach Vorschrift B umgesetzt. Das Produkt 12 wird aus
Wasser/Aceton kristallisiert und im Vakuum getrocknet.
Ausbeute 0.521 g (1.53 mmol, 76%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 250 MHz): δ =
7.37 (m, 3H, Ph), 7.53 (m, 2H, Ph) ppm. – CHN-Analyse C7H6NO2Tl (340.51): berechnet
C 24.69, H 1.78, N 4.11; gefunden C 24.49, H 1.70, N 4.17. – Schmelzpunkt 180°C.
Dithalliumsalicylhydroxamat – Tl2[SHA] (13)
H
O
N
Tl+ -O
Tl+ -O
Thalliumcarbonat (0.765 g, 1.63 mmol) wird mit Salicylhydroxamsäure (0.500 g, 3.27 mmol)
in Wasser (10 mL) nach Vorschrift B umgesetzt. Das farblose Produkt 13 wird mit Aceton
gewaschen und im Vakuum getrocknet.
Ausbeute 0.510 g (1.43 mmol, 44%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 250 MHz): δ =
6.63 (m, 2H, HAryl), 7.17 (ddd, 1H, HAryl, 3JHH = 8.7 Hz, 4JHH = 7.2 Hz, 5JHH = 1.9 Hz), 7.57
(dd, 1H, HAryl, 3JHH = 7.8 Hz, 4JHH = 1.8 Hz) ppm. –
13
C-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton,
62.9 MHz): δ = 117.4, 118.7, 121.3, 129.8, 134.4, n.d. (6 × CAryl), n.d. (C=O) ppm. – CHNAnalyse C7H5NO3Tl2 (559.89): berechnet C 15.02, H 0.90, N 2.50; gefunden C 15.24, H 1.14,
N 2.47. – Schmelzpunkt 140°C (Zersetzung).
5.2 Synthese der Vorstufen
169
Thalliumglycinat – Tl[O2CCH2NH2] (14)
O
NH2
Tl+ -O
Thalliumcarbonat (0.727 g, 1.55 mmol) wird mit Glycin (0.233 g, 3.10 mmol) in Wasser
(15 mL) nach Vorschrift B umgesetzt. Das farblose Produkt 14 wird aus Wasser/Aceton
umkristallisiert und im Vakuum getrocknet.
Ausbeute 0.739 g (2.65 mmol, 86%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 250 MHz): δ =
3.34 (s, 2H, CH2), n.d. (NH2) ppm. –
13
C-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 62.9 MHz): δ =
42.6 (CH2), 175.3 (CO2–) ppm. – CHN-Analyse C2H4NO2Tl (278.44): berechnet C 8.63,
H 1.45, N 5.03; gefunden C 9.51, H 1.50, N 4.44. – Schmelzpunkt 125°C.
Thalliumascorbat – Tl[Asc] (15)[330]
OH
HO
O
Tl+ -O
O
OH
Thalliumcarbonat (0.468 g, 0.998 mmol) wird mit Ascorbinsäure (0.352 g, 2.00 mmol) in
Wasser (15 mL) nach Vorschrift B umgesetzt. Das farblose Produkt 15 wird aus
Wasser/Aceton kristallisiert und im Vakuum getrocknet.
Ausbeute 0.564 g (1.49 mmol, 74%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 250 MHz): δ =
3.58 (dd, 1H, CH2, JAB = 11.4 Hz, 3JHH = 7.4 Hz), 3.61 (dd, 1H, CH2, JAB = 11.4 Hz, 3JHH =
5.8 Hz), 3.88 (ddd, 1H, CH-OH, 3JHH = 1.8 Hz, 3JHH = 5.9 Hz, 3JHH = 7.5 Hz), 4.40 (d, 1H,
-CH-O-, 3JHH = 1.8 Hz) ppm. –
13
C-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 62.9 MHz): δ = 62.8
(CH2), 70.0 (CH-OH), 78.6 (-CH-O-), 113.8 (=C-OH), 174.6 (=C-O–), 177.5 (C=O) ppm. –
CHN-Analyse C6H7O6Tl (379.50): berechnet C 18.99, H 1.86; gefunden C 18.70, H 2.00. –
Schmelzpunkt 145°C.
170
5. Experimenteller Teil
Thallium-4-hydroxyphenylacetat – Tl[4HPA] (16)
OH
O
Tl+ -O
Thalliumcarbonat (0.662 g, 1.41 mmol) wird mit 4-Hydroxyphenylessigsäure (0.430 g,
2.83 mmol) in Wasser (10 mL) nach Vorschrift B umgesetzt. Das farblose Produkt 16 wird
aus Wasser/Aceton kristallisiert und im Vakuum getrocknet.
Ausbeute 0.538 g (1.51 mmol, 53%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 250 MHz): δ =
3.30 (s, 2H, CH2), 6.72 (d, 2H, HAryl, 3JHH = 8.4 Hz), 7.03 (d, 2H, HAryl, 3JHH = 8.4 Hz) ppm. –
13
C-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 62.9 MHz): δ = 45.0 (CH2), 116.8 (m-CAryl), 130.9
(i-CAryl), 131.9 (o-CAryl), 155.3 (p-CAryl), 182.6 (CO2–) ppm. – CHN-Analyse C8H7O3Tl
(355.52): berechnet C 27.03, H 1.98; gefunden C 26.54, H 1.99. – Schmelzpunkt 225°C
(Zersetzung).
Thalliumformiat – Tl[O2CH] (17)
O
Tl+ -O
H
Thalliumcarbonat (0.952 g, 2.03 mmol) wird mit Ameisensäure (0.347 g, 7.54 mmol) in
Wasser (15 mL) nach Vorschrift B umgesetzt. Nach Waschen mit Aceton und Trocknen im
Vakuum erhält man das farblose Produkt 17.
Ausbeute 0.872 g (3.50 mmol, 86%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 250 MHz): δ =
8.40 (s, 1H, CH) ppm. – 13C-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 62.9 MHz): δ = 171.2 (CO2–)
ppm. – CHN-Analyse CHO2Tl (249.40): berechnet C 4.82, H 0.40; gefunden C 4.73, H 0.35.
– Schmelzpunkt 90°C.
5.2 Synthese der Vorstufen
171
Thalliumacrylat – Tl[O2CCH=CH2] (18)
O
Tl+ -O
Thalliumcarbonat (0.657 g, 1.40 mmol) wird mit Acrylsäure (0.202 g, 2.80 mmol) in Wasser
(10 mL) nach Vorschrift B umgesetzt. Das farblose Produkt 18 wird aus Wasser/Aceton
kristallisiert und im Vakuum getrocknet.
Ausbeute 0.611 g (2.22 mmol, 80%). – 1H-NMR (D2O + 1% v/v d6-Aceton, 400 MHz): δ =
5.52 (dd, 1H, CH2, 2JHH = 1.9 Hz, 3Jcis = 10.1 Hz), 5.87 (dd, 1H, CH2, 2JHH = 1.9 Hz, 3Jtrans =
17.4 Hz), 5.99 (dd, 1H, CH, 3Jcis = 10.1 Hz, 3Jtrans = 17.4 Hz) ppm. –
13
C-NMR (D2O +
1% v/v d6-Aceton, 100.5 MHz): δ = 127.9 (=CH2), 135.3 (=CH-), 176.8 (CO2–) ppm. – CHNAnalyse C3H3O2Tl (275.44): berechnet C 13.08, H 1.10; gefunden C 13.03, H 1.18. –
Schmelzpunkt 170°C (Zersetzung).
172
5. Experimenteller Teil
5.3 Synthese von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
5.3.1 Komplexe mit Bispyrazolylacetato-Liganden
Allgemeine Vorschrift C. Synthese von Carboxylato- und 2-OxocarboxylatoKomplexen aus den Thalliumcarboxylaten.
In CH2Cl2 gelöstes [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (23) wird bei Raumtemperatur mit einem
Überschuss eines Thallium-Carboxylates gerührt. Es wird über Kieselgur filtriert und das
Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Nach Umfällen aus CH2Cl2/Pentan erhält man das
Produkt.
Allgemeine Vorschrift D. Synthese von 2-Oxocarboxylato-Komplexen aus den
freien Säuren mit Thalliumacetat.
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (23), ein Überschuss Thalliumacetat (4) und eine 2-Oxocarbonsäure
werden in CH2Cl2 bei Raumtemperatur gerührt. Man filtriert über Kieselgur und entfernt das
Lösungsmittel im Vakuum. Nach Umfällen aus CH2Cl2/Pentan erhält man das Produkt.
Allgemeine Vorschrift E. Synthese von 2-Oxocarboxylato-Komplexen aus
Carboxylato-Komplexen durch Ligand-Austausch.
Ein
Carboxylato-Komplex
und
eine
2-Oxocarbonsäure
werden
in
CH2Cl2
bei
Raumtemperatur gerührt. Es wird über Kieselgur filtriert und das Lösungsmittel im Vakuum
entfernt. Man erhält das Produkt nach Umfällen aus CH2Cl2/Pentan.
5.3 Synthese von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
173
Acetato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-triphenylphosphan-ruthenium(II) –
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
Me
5
4
3
Me
N
N
Me
5'
N
O
4'
ON
3'
Me
Ru
Ph3P O
O
Me
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.663 g, 0.730 mmol) und Thalliumacetat (4) (0.235 g,
0.892 mmol) in CH2Cl2 (50 mL) ergeben nach Vorschrift C nach 60 h das gelbe Produkt 22.
Ausbeute 0.367 g (0.548 mmol, 75%). – 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 1.00 (s, 3H, OAcCH3), 1.77 (s, 3H, C3-CH3), 2.41 (s, 3H, C3’-CH3), 2.44 (s, 3H, C5-CH3), 2.51 (s, 3H, C5’CH3), 5.68 (s, 1H, Hpz), 6.11 (s, 1H, Hpz’), 6.36 (s, 1H, CH), 7.15–7.75 (m, 15H, PPh3) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 62.9 MHz): δ = 11.2 (C5-CH3), 11.5 (C5’-CH3), 12.5 (C3’-CH3), 14.6 (C3-
CH3), 23.5 (OAc-CH3), 68.8 (CH), 108.0 (C4), 109.2 (C4’), 127.8 (d, m-PPh3, 3JCP = 9.1 Hz),
129.1 (p-PPh3), 131.8 (d, o-PPh3, 2JCP = 2.8 Hz), 133.0 (d, i-PPh3, 1JCP = 9.9 Hz), 140.9 (C5’),
142.2 (C5), 155.0 (C3), 158.2 (C3’), 168.2 (CO2–), 188.7 (OAc-CO2–) ppm. – 31P-NMR
(CDCl3, 161.8 MHz): δ = 61.9 ppm. – IR (THF): ~ν = 1674 vs (CO2–), 1653 vw, 1560 w
(C=N), 1464 m, 1436 m, 1420 vw cm–1. – IR (CH Cl ): ~ν = 1661 vs (CO –), 1563 w (C=N),
2
2
2
1483 vw, 1463 m, 1435 m, 1418 vw cm . – IR (KBr): ~ν = 1668 vs (CO2–), 1585 vw, 1563 m
–1
(C=N), 1482 w, 1462 m, 1434 m, 1418 w cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 40.76 mgL–1):
λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 233.0 (23437). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 748 (15)
[M+ + H2O + HOAc], 670 (100) [M+], 611 (30) [M+ – OAc], 566 (33) [M+ – HOAc – CO2],
363 (27) [M+ – OAc – Hbdmpza]. – EI-MS (70 eV, 370°C): m/z (%) = 760 (3) [M+], 626 (1)
[M+ – CO2], 566 (2.5) [M+ – CO2 – HOAc]. – CHN-Analyse C32H33N4O4PRu (669.68):
berechnet C 57.39, H 4.97, N 8.37; gefunden C 56.88, H 5.34, N 8.36. – CHN-Analyse (aus
Kristallen) C38H35N4O5PRu·CH2Cl2·H2O (772.63): berechnet C 51.30, H 4.83, N 7.25;
gefunden C 51.56, H 4.54, N 7.30. – Schmelzpunkt 200°C (Zersetzung).
174
5. Experimenteller Teil
Benzoato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-triphenylphosphan-ruthenium(II)
– [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23)
Me
5
4
3
Me
Me
N
N
N
O
5'
4'
ON
Me
Ru
Ph3P O
3'
O
Ph
Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.493 g, 0.543 mmol) mit Thalliumbenzoat (5)
(0.212 g, 0.651 mmol) in CH2Cl2 (40 mL) nach Vorschrift C ergibt nach 60 h das Produkt 23
als gelbes Pulver.
Ausbeute 0.298 g (0.407 mmol, 75%). – 1H-NMR (CDCl3, 600 MHz): δ = 1.87 (s, 3H, C3CH3), 2.22 (s, 3H, C3’-CH3), 2.45 (s, 3H, C5-CH3), 2.50 (s, 3H, C5’-CH3), 5.71 (s, 1H, Hpz),
6.05 (s, 1H, Hpz’), 6.38 (s, 1H, CH), 7.13 (vt, 2H, m-Ph), 7.24 (vt, 1H, p-Ph), 7.51 (vd, 2H,
o-Ph), 7.10–7.40 (m, 15H, PPh3) ppm. – 13C-NMR (CDCl3, 150.9 MHz): δ = 11.2 (C5-CH3),
11.5 (C5’-CH3), 13.0 (C3’-CH3), 14.8 (C3-CH3), 68.9 (CH), 108.1 (C4), 109.2 (C4’), 127.1
(m-Ph), 127.5 (o-Ph), 127.7 (p-Ph), 127.7 (d, m-PPh3, 3JCP = 9.2 Hz), 129.0 (p-PPh3), 132.1
(i-Ph), 133.6 (d, o-PPh3, 2JCP = 27.7 Hz), 136.5 (d, i-PPh3, 1JCP = 16.2 Hz), 140.8 (C5), 142.2
(C5’), 155.3 (C3’), 158.3 (C3), 168.2 (CO2–), 183.8 (Ph-CO2–) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8
MHz): δ = 60.2 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1662 vs (CO –), 1645 w, 1563 w (C=N), 1505 w,
2
2
2
1501 w, 1482 vw, 1463 vw, 1435 m, 1428 m, 1419 w cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1671 vs (CO2–),
1560 w (C=N), 1499 w, 1482 vw, 1460 vw, 1431 m, 1421 sh cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm,
c = 46.92 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 235.0 (26703), 316.0 (8074). – FAB-MS (NBOHMatrix): m/z (%) = 732 (100) [M+], 611 (41) [M+ – O2CPh], 566 (38) [M+ – HO2CPh – CO2],
363 (35) [M+ – O2CPh – Hbdmpza]. – CHN-Analyse C37H35N4O4PRu·H2O (749.77):
berechnet C 59.27, H 4.97, N 7.47; gefunden C 59.30, H 5.30, N 7.46. – Schmelzpunkt
130°C (Zersetzung).
5.3 Synthese von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
175
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-pyruvato-triphenylphosphan-ruthenium(II)
– [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
Me
Me
5
N
4
N
3
Me
N
O
ON
Me
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
O
O
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.440 g, 0.484 mmol), Thalliumacetat (4) (0.157 g,
0.596 mmol) und Brenztraubensäure (0.145 g, 1.65 mmol) werden in CH2Cl2 (40 mL) nach
Vorschrift D innerhalb von 2.5 h umgesetzt. Man erhält das Produkt 24 als rotbraunes Pulver.
Ausbeute 0.310 g (0.445 mmol, 92%).
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.108 g, 0.161 mmol) und Brenztraubensäure (0.017 g,
0.193 mmol) in CH2Cl2 (10 mL) ergeben nach Vorschrift E und 24 h Reaktionszeit das
rotbraune Produkt 24. Ausbeute 0.105 g (0.150 mmol, 93%).
Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23) (0.104 g, 0.142 mmol) mit Brenztraubensäure (0.015 g, 0.170 mmol) in CH2Cl2 (10 mL) nach Vorschrift F ergibt nach 24 h das
rotbraune Produkt 24. Ausbeute 0.092 g (0.132 mmol, 93%).
1
H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 1.78, 1.91 (s, 3H, C3 und C3’-CH3), 2.07 (s, 3H, C(O)-CH3),
2.46, 2.47 (s, 3H, C5 und C5’-CH3), 5.77, 5.97 (s, 1H, Hpz und Hpz’), 6.46 (s, 1H, CH), 7.19 (vt,
6H, m-PPh3), 7.30 (m, 6H, o-PPh3), 7.38 (m, 3H, p-PPh3) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 62.9
MHz): δ = 11.1, 11.6 (C5 und C5’-CH3), 13.3, 14.1 (C3 und C3’-CH3), 25.9 (C(O)-CH3), 69.0
(CH), 108.9, 109.2 (C4 und C4’), 128.3 (d, m-PPh3, 3JCP = 9.8 Hz), 129.7 (d, p-PPh3), 131.2 (d,
i-PPh3, 1JCP = 42.3 Hz), 134.0 (d, o-PPh3, 2JCP = 8.9 Hz), 141.1, 143.2 (C3 und C3’), 154.4,
159.1 (C5 und C5’), 168.2 (CO2–), 169.3 (C(O)-CO2–), 215.8 (C=O) ppm. – 31P-NMR (CDCl3,
176
5. Experimenteller Teil
161.8 MHz): δ = 58.1 ppm. – IR (CH2Cl2): ~ν = 1656 vs (CO2–), 1563 w (C=N), 1483 vw,
1463 vw, 1435 w, 1418 vw cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1669 s, 1653 vs (CO2–), 1560 w (C=N),
1482 w, 1460 w, 1433 m, 1420 w cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 132.8 mgL–1): λmax/nm
(ε/M–1cm–1) = 241.0 (13667), 291.0 (6175), 463.0 (2089). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z
(%) = 698 (27) [M+], 611 (13) [M+ – O2CC(O)CH3], 566 (8) [M+ – HO2CC(O)CH3 – CO2]. –
CHN-Analyse C33H33N4O5PRu (697.69): berechnet C 56.81, H 4.77, N 8.03; gefunden
C 56.32, H 4.78, N 7.74. – Schmelzpunkt 250°C (Zersetzung).
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-2-oxobutyrato-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)] (25)
Me
Me
5
N
4
N
3
Me
N
O
ON
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
O
Me
O
Reaktion von [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.327 g, 0.360 mmol), Thalliumacetat (4)
(0.108 g, 0.410 mmol) und 2-Oxobuttersäure (0.047 g, 0.460 mmol) in CH2Cl2 (30 mL) ergibt
nach Vorschrift D nach 2 h das rotbraune Produkt 25. Ausbeute 0.420 g (0.596 mmol, 89%).
Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.110 g, 0.164 mmol) mit 2-Oxobuttersäure
(0.020 g, 0.196 mmol) in CH2Cl2 (10 mL) nach Vorschrift E ergibt nach 24 h das rotbraune
Produkt 25. Ausbeute 0.100 g (0.141 mmol, 83%).
Werden [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23) (0.108 g, 0.140 mmol) und 2-Oxobuttersäure
(0.016 g, 0.157 mmol) in CH2Cl2 (10 mL) nach Vorschrift E umgesetzt, erhält man das
rotbraune Produkt 25. Ausbeute 0.087 g (0.122 mmol, 83%).
5.3 Synthese von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
1
177
H-NMR (CDCl3, 600 MHz): δ = 0.95 (t, 3H, CH2-CH3, 3JHH = 7.0 Hz), 1.80 (s, 3H, C3’-
CH3), 1.89 (s, 3H, C3-CH3), 2.09 (dq, 1H, CH2, JAB = 21.1 Hz, 3JHH = 7.0 Hz), 2.46 (s, 3H,
C5’-CH3), 2.49 (s, 3H, C5-CH3), 2.66 (dq, 1H, CH2, JAB = 21.1 Hz, 3JHH = 7.0 Hz), 5.75 (s, 1H,
Hpz’), 5.96 (s, 1H, Hpz), 6.45 (s, 1H, CH), 7.20 (m, 6H, m-PPh3), 7.28 (vt, 6H, o-PPh3), 7.32
(vt, 3H, p-PPh3) ppm. – 13C-NMR (CDCl3, 62.9 MHz): δ = 6.93 (CH2-CH3), 11.1 (C5’-CH3),
11.6 (C5-CH3), 13.3 (C3-CH3), 14.1 (C3’-CH3), 32.7 (CH2), 68.9 (CH), 108.9 (C4’), 109.3 (C4),
128.4 (d, m-PPh3, 3JCP = 9.8 Hz), 129.8 (p-PPh3), 131.1 (d, i-PPh3, 1JCP = 42.3 Hz), 134.1 (d,
o-PPh3, 2JCP = 9.8 Hz), 141.2 (C5’), 143.2 (C5), 154.4 (C3’), 159.1 (C3), 168.5 (CO2–), 169.2
(C(O)-CO2–), n.d. (C=O) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): 58.5 ppm. – IR (CH2Cl2):
~ν = 1655 vs (CO –), 1563 vw (C=N), 1483 vw, 1462 vw, 1435 w, 1418 vw cm–1. – IR (KBr):
2
~ν = 1670 s, 1658 vs (CO –), 1560 w (C=N), 1482 w, 1460 w, 1435 m, 1420 w cm–1. – UV
2
(CH2Cl2, d = 1 cm, c = 137.9 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 241.0 (12564), 268.0 (6530),
275.0 (6573), 297.0 (6688), 457.0 (2393). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 712 (11)
[M+], 611 (4) [M+ – O2CC(O)CH2CH3], 566 (2) [M+ – HO2CC(O)CH2CH3 – CO2]. – CHNAnalyse C34H35N4O5PRu (712.14): berechnet C 57.38, H 4.96, N 7.87; gefunden C 57.13, H
4.96, N 7.84. – Schmelzpunkt 220°C (Zersetzung).
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-phenylglyoxylato-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
Me
5
4
3
Me
N
N
Me
N
O
ON
Ph
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
O
O
178
5. Experimenteller Teil
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (1.06 g, 1.17 mmol) und Tl[O2CC(O)Ph] (6) (0.517 g,
1.46 mmol) in CH2Cl2 (60 mL) reagieren nach Vorschrift C und einem Tag Reaktionsdauer
zum dunkelvioletten Produkt 26. Ausbeute 0.852 g (1.12 mmol, 96%).
Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.333 g, 0.366 mmol) mit Thalliumacetat (4)
(0.115 g, 0.437 mmol) und Phenylglyoxylsäure (0.069 g, 0.459 mmol) ergibt in CH2Cl2
(30 mL) nach Vorschrift D das dunkelviolette Produkt 26. Ausbeute 0.253 g (0.333 mmol,
91%).
Werden [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.178 g, 0.266 mmol) und Phenylglyoxylsäure
(0.042 g, 0.279 mmol) in CH2Cl2 (10 mL) nach Vorschrift E umgesetzt, erfolgt sofort ein
Farbumschlag nach dunkelviolett und man erhält nach 5 Minuten das Produkt 26. Ausbeute
0.199 g (0.262 mmol, 98%).
Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23) (0.105 g, 0.143 mmol) mit Phenylglyoxylsäure (0.023 g, 0.151 mmol) in CH2Cl2 (20 mL) nach Vorschrift E ergibt einen sofortigen
Farbumschlag nach dunkelviolett und man erhält nach 5 Minuten das Produkt 26. Ausbeute
0.104 g (0.137 mmol, 96%).
1
H-NMR (CDCl3, 600 MHz): δ = 1.88 (s, 3H, C3’-CH3), 1.89 (s, 3H, C3-CH3), 2.47 (s, 3H,
C5-CH3), 2.49 (s, 3H, C5’-CH3), 5.80 (s, 1H, Hpz’), 5.93 (s, 1H, Hpz), 6.45 (s, 1H, CH), 7.20
(m, 6H, m-PPh3), 7.26 (m, 3H, p-PPh3), 7.32 (m, 6H, o-PPh3), 7.33 (vt, 2H, m-Ph), 7.52 (vt,
1H, p-Ph), 8.33 (vd, 2H, o-Ph) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 150.9 MHz): δ = 11.1 (C5-CH3),
11.6 (C5’-CH3), 13.4 (C3-CH3), 14.3 (C3’-CH3), 69.0 (CH), 108.8 (C4’), 109.2 (C4), 128.2 (d,
m-PPh3, 3JCP = 11.6 Hz), 128.3 (m-Ph), 129.6 (p-PPh3), 130.4 (o-Ph), 133.5 (i-Ph), 134.1 (d,
o-PPh3, 2JCP = 6.9 Hz), 134.4 (p-Ph), 134.9 (d, i-PPh3, 1JCP = 48.6 Hz), 140.9 (C5), 142.9 (C5’),
154.6 (C3), 158.8 (C3’), 168.0 (CO2–), 169.7 (C(O)-CO2–), 202.8 (C=O) ppm. – 31P-NMR
(CDCl , 161.8 MHz): δ = 57.9 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1659 s, 1650 vs (CO –), 1566 w,
3
2
2
2
–1
1563 w (C=N), 1483 w, 1463 w, 1446 vw, 1435 w, 1418 vw cm
.
– IR (KBr): ~ν = 1652 vs
(CO2–), 1563 w (C=N), 1482 w, 1461 vw, 1446 vw, 1434 w, 1418 vw cm–1 – UV (CH2Cl2,
d = 1 cm, c = 24.1 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 233.0 (47682), 275.0 (23925), 284.0
(23760), 546.0 (9539). – UV (DMF, d = 1 cm, c = 29.2 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 274.0
5.3 Synthese von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
179
(14848), 551.0 (5482). – UV (EtOH, d = 1 cm, c = 29.5 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 232.0
(31573), 275.0 (14887), 284.0 (14806), 547.0 (5952). – UV (Toluol, d = 1 cm, c =
27.6 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 296.0 (7893), 549.0 (5031). – FAB-MS (NBOHMatrix): m/z (%) = 760 (49) [M+], 611 (17) [M – O2CC(O)Ph]. – CHN-Analyse
C38H35N4O5PRu (759.76): berechnet C 60.07, H 4.64, N 7.37; gefunden C 60.04, H 4.90,
N 7.57. – Schmelzpunkt 240°C.
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-2-oxoglutarato-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH2CO2H)] (27)
Me
5
4
3
Me
Me
N
N
N
O
ON
HO2C
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
O
O
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.385 g, 0.424 mmol) und Tl[O2CC(O)CH2CH2CO2H] (7)
(0.179 g, 0.509 mmol) in CH2Cl2 (40 mL) ergeben nach einem Tag nach Vorschrift C das
rotbraune Produkt 27. Ausbeute 0.302 g (0.400 mmol, 94%).
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.405 g, 0.446 mmol), Thalliumacetat (4) (0.130 g,
0.493 mmol) und 2-Oxoglutarsäure (0.080 g, 0.548 mmol) in CH2Cl2 (20 mL) ergeben nach
Vorschrift D und einem Tag das Produkt 27 als rotbraunes Pulver. Ausbeute 0.320 g
(0.402 mmol, 90%).
Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.113 g, 0.169 mmol) mit 2-Oxoglutarsäure
(0.026 g, 0.177 mmol) in CH2Cl2 (10 mL) ergibt nach Vorschrift E innerhalb eines Tages das
rotbraune Produkt 27. Ausbeute 0.126 g (0.167 mmol, 98%).
180
5. Experimenteller Teil
Werden [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23) (0.107 g, 0.146 mmol) und 2-Oxoglutarsäure
(0.022 g, 0.154 mmol) in CH2Cl2 (20 mL) nach Vorschrift E umgesetzt, erhält man nach
einem Tag das rotbraune Produkt 27. Ausbeute 0.110 g (0.145 mmol, 99%).
Es entstehen zwei Isomere im Verhältnis 2:1 bis 1:1 (Bestimmung über 1H-NMR Integrale).
Durch geeignete Reaktionsführung (siehe unten), kann die Bildung des zweiten Isomers
unterdrückt werden. Anhand der NMR-Spektren des ersten Isomers und des Isomerengemischs können die Signale den beiden Isomeren zugeordnet werden.
1. Isomer: 1H-NMR (CD2Cl2, 400 MHz): δ = 1.67 (s, 3H, C3-CH3), 1.82 (s, 3H, C3’-CH3),
2.05 (vdt, 1H, CH2-C(O), 2JHH = 21.1 Hz, 3JHH = 5.3 Hz, 3JHH = 5.3 Hz), 2.26 (vdt, 1H,
CH2-CO2H, 2JHH = 17.6 Hz, 3JHH = 5.3 Hz, 3JHH = 5.3 Hz), 2.34 (s, 3H, C5’-CH3), 2.37 (dq,
1H, CH2-CO2H, 2JHH = 17.6 Hz, 3JHH = 8.8 Hz, 3JHH = 5.3 Hz), 2.40 (s, 3H, C5-CH3), 2.95 (dq,
1H, CH2-C(O), 2JHH = 21.1 Hz, 3JHH = 8.8 Hz, 3JHH = 5.3 Hz), 5.72 (s, 1H, Hpz), 5.92 (s, 1H,
Hpz’), 6.51 (s, 1H, CH), 7.08 (vt, 6H, o-PPh), 7.22 (vdt, 6H, m-PPh), 7.32 (vdt, 3H, p-PPh)
ppm. –
13
C-NMR (CD2Cl2, 100 MHz): δ = 11.0 (C5’-CH3), 11.6 (C5-CH3), 13.0 (C3’-CH3),
13.9 (C3-CH3), 26.9 (CH2-CO2H), 34.5 (CH2-C(O)), 68.6 (CH), 109.2 (C4), 109.5 (C4’), 128.6
(d, m-PPh3, 3JCP = 9.3 Hz), 130.1 (p-PPh3, 4JCP = 2.5 Hz), 131.0 (d, i-PPh3, 1JCP = 40.7 Hz),
134.1 (d, o-PPh3, 2JCP = 10.1 Hz), 142.2 (C5’), 144.4 (C5), 155.0 (C3’), 159.3 (C3), 169.2
(C(O)-CO2–), 169.3 (CO2–), 174.1 (CO2H), 215.5 (C=O) ppm. –
31
P-NMR (CDCl3, 161.8
MHz): δ = 58.2 ppm. – 2. Isomer: 1H-NMR (CD2Cl2, 400 MHz): δ = 1.76 (s, 3H, C3-CH3),
1.84 (s, 3H, C3’-CH3), 2.36 (s, 3H, C5’-CH3), 2.41 (s, 3H, C5-CH3), verdeckt (m, 1H,
CH2-C(O)), verdeckt (m, 1H, CH2-CO2H), verdeckt (m, 1H, CH2-CO2H), 2.83 (dq, 1H,
CH2-C(O), 2JHH = 21.7 Hz, 3JHH = 8.5 Hz, 3JHH = 6.2 Hz), 5.74 (s, 1H, Hpz), 5.91 (s, 1H, Hpz’),
6.50 (s, 1H, CH), 7.08 (vt, 6H, o-PPh), 7.22 (vdt, 6H, m-PPh), 7.32 (vdt, 3H, p-PPh) ppm. –
13
C-NMR (CD2Cl2, 100 MHz): δ = 11.0 (C5’-CH3), 11.6 (C5-CH3), 13.0 (C3’-CH3), 13.9
(C3-CH3), 26.9 (CH2-CO2H), 34.5 (CH2-C(O)), 68.6 (CH), 109.2 (C4), 109.5 (C4’), 128.6 (d,
m-PPh3, 3JCP = 9.3 Hz), 130.1 (p-PPh3, 4JCP = 2.5 Hz), n.d. (i-PPh3), 134.1 (d, o-PPh3, 2JCP =
10.1 Hz), 142.2 (C5’), 144.4 (C5), 155.0 (C3’), 159.3 (C3), 169.2 (C(O)-CO2–), 169.3 (CO2–),
174.1 (CO2H), 215.5 (C=O) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 57.1 ppm. Beide
Isomere: IR (CH2Cl2): ~ν = 1657 vs (CO2–), 1563 w (C=N), 1483 vw, 1463 vw, 1435 m,
1417 w cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1653 vs (CO –), 1560 w (C=N), 1482 w, 1465 vw, 1436 m,
2
5.3 Synthese von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
181
1420 w cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 53.72 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 235.0
(23813), 268.0 (6999), 275.0 (7001), 294.0 (6853), 463.0 (2282). – FAB-MS (NBOHMatrix): 756 (52) [M+], 611 (25) [M+ – HO2CC(O)CH2CH2CO2H], 566 (12) [M+ –
HO2CC(O)CH2CH2CO2H – CO2], 363 (15) [M+ – HO2CC(O)CH2CH2CO2H – Hbdmpza]. –
CHN-Analyse C35H35N4O7PRu (755.72): berechnet C 55.63, H 4.67, N 7.41; gefunden
C 55.17, H 4.76, N 7.44. – Schmelzpunkt 150-160°C (Zersetzung).
Gezielte Synthese des ersten Isomers von Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato2-oxoglutarato-triphenylphosphan-ruthenium(II) –
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH2CO2H)] (27)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (239 mg, 0.357 mmol) und 2-Oxoglutarsäure (53 mg,
0.363 mmol) in CH2Cl2 (20 mL) werden nach Vorschrift D umgesetzt. Während der Reaktion
ändert sich die Farbe nach rotbraun und man erhält nach 4 h das Produkt 27.
Ausbeute 0.255 g (0.336 mmol, 94%).
Die spektroskopischen Daten entsprechen denen des ersten Isomers.
182
5. Experimenteller Teil
5.3.2 Komplexe mit Cp-Liganden
Synthese von Acetato-cyclopentadienyl-bis(triphenylphosphan)-ruthenium(II) –
[CpRu(PPh3)2(OAc)] (57)[219]
O
Ph3P Ru O
Ph3P
Me
[CpRu(PPh3)2Cl] (56) (0.400 g, 0.551 mmol) und Thalliumacetat (4) (0.173 g, 0.657 mmol)
werden in CH2Cl2 (10 mL) gelöst. Man rührt 70 h, filtriert mit CH2Cl2 über Kieselgur und
entfernt das Lösungsmittel im Vakuum. Nach Waschen mit Pentan erhält man das Produkt 57
als leuchtend gelbes Pulver.
Ausbeute 0.390 g (0.520 mmol, 94%). – 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 1.82 (s, 3H, CH3),
4.28 (s, 5H, Cp), 7.00–7.25 (m, 30H, PPh3) ppm. – 13C-NMR (CDCl3, 62.9 MHz): δ = 24.9
(CH3), 79.2 (Cp), 127.4 (vt, m-PPh3, 3JCP = 4.3 Hz), 128.7 (p-PPh3), 133.7 (vt, o-PPh3, 2JCP =
5.2 Hz), 138.0 (vt, i-PPh3, 1JCP = 19.3 Hz), 178.9 (CO2–) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8
MHz): δ = 42.8 ppm. – IR (CH2Cl2): ~ν = 1606 vs (CO2–), 1587 sh, 1480 m, 1435 s cm–1. –
IR (KBr): ~ν = 1613 vs (CO –), 1480 m, 1435 s cm–1. – UV (CH Cl , d = 1 cm, c = 70.20
2
2
2
mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 239.0 (25136). – CHN-Analyse C43H38O2P2Ru (749.79):
berechnet C 68.88, H 5.11; gefunden C 67.98, H 4.83. – Schmelzpunkt 105°C (Zersetzung).
Synthese
von
Cyclopentadienyl-phenylglyoxylato-bis(triphenylphosphan)-
ruthenium(II) – [CpRu(PPh3)2(O2CC(O)Ph)] (58)
O
Ph3P Ru O
Ph3P
Ph
O
5.3 Synthese von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
183
[CpRu(PPh3)2Cl] (56) (0.400 g, 0.551 mmol), Thalliumacetat (4) (0.159 g, 0.604 mmol) und
Phenylglyoxylsäure (0.100 g, 0.661 mmol) werden in CH2Cl2 (10 mL) einen Tag bei
Raumtemperatur gerührt. Es wird mit CH2Cl2 über Kieselgur filtriert und das Lösungsmittel
im Vakuum entfernt. Der ockerfarbene Feststoff 58 wird mit Pentan gewaschen und im
Hochvakuum getrocknet.
Ausbeute 0.459 g (0.547 mmol, 99%). – 1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): δ = 4.39 (s, 5H, Cp),
7.07 (vt, 12H, m-PPh3), 7.15–7.25 (m, 20H, m-Ph, o- und p-PPh3), 7.40 (m, 1H, p-Ph), 7.63
(dd, 2H, o-Ph) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 100.5 MHz): δ = 79.2 (Cp), 127.6 (vt, m-PPh3,
3
JCP = 4.6 Hz), 128.1 (m-Ph), 128.9 (p-PPh3), 129.7 (o-Ph), 132.4 (p-Ph), 133.6 (vt, o-PPh3,
2
JCP = 5.3 Hz), 134.4 (i-Ph), 137.6 (vt, i-PPh3, 1 oder 3JCP = 19.1 Hz, 1 oder 3JCP = 20.3 Hz), 173.9
(CO2–), 192.5 (C=O) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 41.7 ppm. – IR (CH2Cl2):
~ν = 1683 m, 1624 vs, 1480 m, 1435 s cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1683 m, 1624 vs, 1480 m, 1435
s cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 66.12 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 243.0 (32627),
342.0 (2980). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 840 (1) [M+], 691 (44) [M+ –
O2CC(O)Ph], 578 (9) [M+ – PPh3], 429 (100) [M+ – PPh3 – O2CC(O)Ph]. – CHN-Analyse
C49H40O3P2Ru (839.87): berechnet C 70.07, H 4.80; gefunden C 69.73, H 4.89. –
Schmelzpunkt 165°C (Zersetzung).
184
5. Experimenteller Teil
5.3.3 Weitere Umsetzungen mit Thalliumcarboxylaten
Synthese von Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-glycinato-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CCH2NH2)] (28)
Me
5
4
3
Me
Me
N
N
N
O
ON
Ph3P O
5'
3'
Me
5
4'
Me
Ru
Me
N
4
N
3
Me
N
O
4'
ON
Ru
Ph3P O
O
5'
3'
Me
NH2
O
NH2
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (1.20 g, 1.32 mmol) und Thalliumglycinat (14) (0.450 g,
1.616 mmol) werden in CH2Cl2 (70 mL) gelöst. Man rührt 70 h, filtriert mit CH2Cl2 über
Kieselgur und entfernt das Lösungsmittel im Vakuum. Nach Umfällen aus CH2Cl2/Pentan
erhält man das Produkt 28 als gelbes Pulver in einem 1:1 Isomerengemisch.
Ausbeute 0.642 g (0.938 mmol, 71%). – Zwei Isomere: 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ =
1.75, 1.84, 2.34, 2.37, 2.45, 2.46, 2.48, 2.52 (s, 8 × CH3), 5.43, 5.67, 5.81, 5.88, 6.02, 6.35,
6.37, 6.48, 6.52 (s, 2 × CH, 2 × CH2, 4 × Hpz), 6.90–7.70 (PPh3) ppm. – 13C-NMR (CDCl3,
150.9 MHz): δ = 11.1, 11.2, 11.4, 11.5, 12.9, 13.6, 14.1, 14.8 (8 × CH3), 46.7, 47.0 (2 × CH2),
69.0, 69.8 (2 × CH), 108.7, 108.9, 109.1, 109.4 (4 × C4), 141.4, 141.6, 142.4, 143.9 (4 × C5),
n.d. oder 157.8, 157.8, 158.0, 158.2 (4 × C3), 167.4, 168.2 (2 × CO2–), n.d., 181.4
(2 × Glycinat-CO2–) ppm. Die PPh3-Signale konnten nicht aufgelöst werden. – 31P-NMR
(CDCl , 161.8 MHz): δ = 55.0, 56.1 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1661 vs (CO –), 1609 sh, 1566
3
2
2
2
w (C=N), 1482 w, 1463 vw, 1435 m, 1419 vw cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1663 vs (CO2–), 1565
m (C=N), 1481 w, 1459 vw, 1433 m, 1419 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c =
55.32 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 255.0 (7898). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) =
685 (36) [M+], 611 (50) [M+ – O2CCH2NH2], 566 (50) [M+ – HO2CCH2NH2 – CO2], 393 (51)
5.3 Synthese von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
185
[M+ – CO2 – Hbdmpza], 363 (100) [M+ – HO2CCH2NH2 – bdmpza]. – CHN-Analyse
C32H34N5O4PRu (684.70): berechnet C 56.13, H 5.01, N 10.23; gefunden C 56.82, H 5.58,
N 9.86. – Schmelzpunkt 150-155°C (Zersetzung).
Synthese von Acrylato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CCH=CH2)] (29)
Me
5
4
3
Me
Me
N
N
N
O
ON
Ph3P O
5'
O
5
4'
3'
Me
Ru
Me
4
3
Me
Me
N
N
N
O
ON
5'
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
O
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.248 g, 0.273 mmol) und Thalliumacrylat (18) (0.095 g,
0.344 mmol) werden in CH2Cl2 (15 mL) gelöst. Man rührt 70 h, filtriert mit CH2Cl2 über
Kieselgur und entfernt das Lösungsmittel im Vakuum. Nach Umfällen aus CH2Cl2/Pentan
erhält man das Produkt 29 als gelbes Pulver und in einem 1:1 Gemisch zweier Isomere.
Ausbeute 0.166 g (0.244 mmol, 89%). – Zwei Isomere: 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ =
1.80, 2.33, 2.44, 2.50 und 2.03, 2.12, 2.40, 2.44 (s, 8 × CH3), 4.92, 4.97, 5.06, 5.08, 5.10,
5.12, 5.14, 5.16, 5.19, 5.20, 5.63, 5.65, 5.69, 5.71 (m, 2 × CH=CH2), 5.69, 6.08 und 5.76, 5.95
(s, 4 × Hpz), 6.36 und 6.43 (s, 2 × CH), 6.80–7.70 (PPh3) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 150.9
MHz): δ = 11.0, 11.2, 11.6, 12.8, 13.1, 13.3, 14.0, 14.2 (8 × CH3), 69.4, 69.5 (2 × CH), 108.8,
109.0, 109.2, 109.4 (4 × C4), 140.9, 141.1, 142.9, 143.3 (4 × C5), 154.5, 154.6, 156.3, 158.9
(4 × C3), 166.3, 167.8 (2 × CO2–), 174.5, n.d. (2 × Acrylat-CO2–) ppm. Die PPh3-Signale
konnten nicht aufgelöst werden. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 50.4, 60.8 ppm. – IR
(CH Cl ): ~ν = 1662 vs (CO –), 1635 vw, 1564 m (C=N), 1506 vw, 1482 w, 1463 vw, 1453
2
2
2
m, 1435 m, 1419 w, 1408 vw cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1666 vs (CO2–), 1636 w, 1561 m (C=N),
186
5. Experimenteller Teil
1507 w, 1482 w, 1465 vw, 1457 vw, 1451 w, 1434 m, 1419 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d =
1 cm, c = 45.84 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 234.0 (11320), 267.0 (3123), 303.0 (3109). –
FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 681 (100) [M+], 611 (54) [M+ – O2CCH=CH2], 566
(49) [M+ – HO2CCH=CH2 – CO2], 364 (48) [M+ – O2CCH=CH2 – bdmpza]. – CHN-Analyse
C33H33N4O4PRu × CH2Cl2 (681.68 + 84.93): berechnet C 53.27, H 4.60, N 7.36; gefunden
C 53.83, H 4.74, N 7.36. – Schmelzpunkt 160°C (Zersetzung).
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
5.4
Weiterführende
Reaktionen
mit
Carboxylato-
187
und
2-Oxocarboxylato-Komplexen
5.4.1 Reversible Bildung eines Wasser-Adduktes [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(OH2)] (22)×H2O
Me
5
4
3
Me
Me
N
N
N
O
ON
5'
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
O
H H
Me
O
Sorgfältig getrocknetes [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (75 mg, 0.112 mmol) wird in einem
NMR-Röhrchen in CD2Cl2 (0.7 mL) gelöst und anschließend wird ein NMR-Spektrum
aufgenommen. Nach Zugabe von 3 eq Wasser (6.05 μL, 0.336 mmol) wird ein weiteres
NMR-Spektrum gemessen und anschließend das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man
versetzt den Rückstand mit Pentan, behandelt ihn im Ultraschallbad, trocknet 1 Tag unter
Wärmezufuhr am Hochvakuum und nimmt ein weiteres NMR-Spektrum in CD2Cl2 auf.
trocken:
1
H-NMR (CD2Cl2, 400 MHz): δ = 0.93 (s, 3H, OAc-CH3), 1.66 (s, 3H, C3-CH3), 2.31 (s, 3H,
C3’-CH3), 2.35 (s, 3H, C5-CH3), 2.42 (s, 3H, C5’-CH3), 5.62 (s, 1H, Hpz), 6.06 (s, 1H, Hpz’),
6.23 (s, 1H, CH), 7.05–7.40 (m, 15H, PPh3) ppm. – 13C-NMR (CD2Cl2, 100 MHz): δ = 11.2
(C5-CH3), 11.5 (C5’-CH3), 12.5 (C3’-CH3), 14.5 (C3-CH3), 23.6 (OAc-CH3), 69.0 (CH), 108.2
(C4), 109.3 (C4’, 4JCP = 2.8 Hz), 128.0 (d, m-PPh3, 3JCP = 9.2 Hz), 129.4 (p-PPh3), 133.7 (br, iund o-PPh3), 141.6 (C5’), 143.1 (C5), 155.2 (C3, 3JCP = 2.7 Hz), 158.3 (C3’), 168.1 (CO2–),
189.0 (OAc-CO2–) ppm. – 31P-NMR (CD2Cl2, 161.8 MHz): δ = 62.1 ppm.
188
5. Experimenteller Teil
nach Zugabe von 3 eq Wasser:
1
H-NMR (CD2Cl2, 400 MHz): δ = 1.50, 1.79, 2.03, 2.42, 2.45 (s, 3H, C3-CH3, C3’-CH3,
C5-CH3, C5’-CH3 und OAc-CH3), 5.80, 5.89 (s, 1H, Hpz und Hpz’), 6.41 (s, 1H, CH), 7.05–7.40
(m, 15H, PPh3) ppm. –
13
C-NMR (CD2Cl2, 100 MHz): δ = 10.9, 12.9, 13.0, 14.0 (C3-CH3,
C3’-CH3, C5-CH3 und C5’-CH3), 24.8 (OAc-CH3), 69.5 (CH), 108.8, 109.2 (C4 und C4’), PPh3Signale verdeckt, 141.8, 143.7 (C5 und C5’), 154.5, 159.1 (C3 und C3’), 168.7 (CO2–), 187.4
(OAc-CO2–) ppm. – 31P-NMR (CD2Cl2, 161.8 MHz): δ = 57.1 ppm.
nach Trocknen im Hochvakuum:
Die spektroskopischen Daten entsprechen der wasserfreien Ausgangsverbindung.
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
189
5.4.2 Reaktion von Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen mit
NO-Gas und NO[BF4]
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-nitrosyl-phenylglyoxylato-triphenylphosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)NO)]+ (30) aus NO-Gas
Me
5
N
4
N
3
+
Me
N
O
Me
ON
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
O
5'
N
O
O
Ph
Durch eine Lösung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) (0.83 g, 1.09 mmol) in THF
(80 mL) wird über einen Zeitraum von 1.5 h NO-Gas geleitet. Dabei erfolgt ein Farbumschlag
von violett nach blau. Das Lösungsmittel wird im Vakuum entfernt und man erhält nach
Umfällen aus THF mit Et2O das hellrote, kationische Produkt 30.
Ausbeute 0.85 g (1.08 mmol, 99%). – 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 1.95, 2.36, 2.57,
2.62 (s, 3H, C3-CH3, C3’-CH3, C5-CH3 und C5’-CH3), 6.22, 6.24 (s, 1H, Hpz und Hpz’), 6.71 (s,
1H, CH), 7.30–7.70 (m, 18H, Ph und m-, p-PPh3), 7.99 (vt, 2H, o-Ph) ppm. –
13
C-NMR
(CDCl3, 62.9 MHz): δ = 11.1, 11.5, 13.9, 14.3 (C3-CH3, C3’-CH3, C5-CH3 und C5’-CH3), 68.2
(CH), 110.1, 111.5 (d, C4 und C4’, 4JCP = 3.2 Hz), 124.8 (d, i-PPh3, 1JCP = 54.5 Hz), 128.9 (oPh oder m-Ph), 129.8 (d, m-PPh3, 3JCP = 11.3 Hz), 129.9 (o-Ph oder m-Ph), 133.1 (i-Ph), 133.2
(d, p-PPh3, 4JCP = 2.8 Hz), 133.6 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.8 Hz), 134.7 (p-Ph), 145.3, 146.8 (d, C5
und C5’, 5JCP = 1.3 Hz), 154.3, 158.3 (d, C3 und C3’, 3JCP = 2.2 Hz), 163.0 (CO2–), 169.4
(CO2–), 186.7 (C=O) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 24.2 ppm. – IR (CH2Cl2):
~ν = 1911 vs (NO), 1698 s (CO –), 1645 (CO –) m, 1597 vw, 1562 w (C=N), 1483 w, 1463
2
2
vw, 1450 vw, 1439 m, 1436 m, 1418 vw cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1906 vs (NO), 1688 vs
190
5. Experimenteller Teil
(CO2–), 1662 s (CO2–), 1596 vw, 1561 m (C=N), 1482 vw, 1465 vw, 1437 m, 1420 vw cm–1. –
UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 37.64 mgL–1): λmax/nm = 237.0, 268.0. – FAB-MS (NBOHMatrix): m/z (%) = 791 (100) [M+], 641 (40) [M+ – O2CC(O)Ph], 363 (17) [M+ – bdmpza –
O2CC(O)Ph
–
C38H35N5O6PRu
NO].
–
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]+
CHN-Analyse
(789.77):
berechnet
C
57.79,
H
4.47,
N
8.87
=
oder
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]NO3 = C38H35N6O9PRu (851.77): berechnet C 53.58,
H 4.14, N 9.87; gefunden C 50.21, H 4.10, N 10.20. – Schmelzpunkt 55-60°C (Zersetzung).
Da die Natur des Anions X– der Verbindung [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]+X– nicht
bekannt ist, war es nicht möglich Extinktionen anzugeben und eine exakte Elementaranalyse
zu erhalten.
Acetato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-nitrosyl-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(NO)]+ (31) aus NO-Gas
Me
5
4
3
+
Me
N
N
Me
N
O
ON
Me
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
N
O
O
Durch in THF (80 mL) gelöstes [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.62 g, 0.926 mmol) wird
NO-Gas geleitet. Nach einer Stunde wird die blaue Lösung eingeengt und nach Umfällen aus
THF mit Et2O erhält man das hellrote, kationische Produkt 31.
Ausbeute 0.49 g (0.732 mmol, 76%). – 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 1.94, 2.07, 2.25,
2.56, 2.63 (s, 3H, C3-CH3, C3’-CH3, C5-CH3, C5’-CH3 und OAc-CH3), 6.20, 6.41 (s, 1H, Hpz
und Hpz’), 6.67 (s, 1H, CH), 7.36 (m, 6H, o-PPh3), 7.51 (m, 6H, m-PPh3), 7.63 (m, 3H,
p-PPh3) ppm. – IR (CH2Cl2): ~ν = 1890 vs (NO), 1709 vs (CO2–), 1641 m (CO2–), 1563 m
(C=N), 1484 vw, 1463 vw, 1439 m, 1435 m, 1418 w cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1893 vs (NO),
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
191
1704 vs (CO2–), 1636 m (CO2–), 1560 m (C=N), 1483 w, 1465 vw, 1437 m, 1420 w cm–1. –
UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 58.12 mgL–1): λmax/nm = 257.0, 273.0. – CHN-Analyse
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(NO)]+ = C32H33N5O5PRu (699.69): berechnet C 54.93, H 4.75,
N 10.01 oder [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(NO)]NO3 = C32H33N6O8PRu (761.69): berechnet
C 50.46, H 4.37, N 11.03; gefunden C 46.70, H 4.69, N 10.89. – FAB-MS (NBOH-Matrix):
m/z (%) = 700 (28) [M+], 641 (17) [M+ – OAc]. – Schmelzpunkt 55-60°C (Zersetzung).
Da die genaue Natur des Anions X– der Verbindung [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(NO)]+X– nicht
bekannt ist, war es nicht möglich Extinktionen anzugeben und eine exakte Elementaranalyse
zu erhalten.
Allgemeine Vorschrift F. Umsetzung der Carboxylato- und 2-OxocarboxylatoKomplexe mit [NO]BF4.
Der in CH2Cl2 gelöste Carboxylato- oder 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplex wird mit
zwei Äquivalenten [NO]BF4 versetzt. Nach beendeter Reaktion wird über Kieselgur filtriert
und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Nach Umfällen aus CH2Cl2/Et2O erhält man das
hellrote Produkt.
Acetato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-nitrosyl-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(NO)]BF4 (32)
Me
5
4
3
Me
N
N
Me
N
O
ON
Ph3P O
Me
5'
4'
3'
Me
Ru
N
O
O
BF4
192
5. Experimenteller Teil
Nach Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.533 g, 0.796 mmol) mit [NO]BF4
(0.175 g, 1.50 mmol) in CH2Cl2 (40 mL) erhält man nach 30 min Reaktionszeit bei Raumtemperatur nach Vorschrift F das hellrote Produkt 32.
Ausbeute 0.593 g (0.754 mmol, 95%). – 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 1.94 (s, 3H,
C3-CH3), 2.07 (s, 3H, OAc-CH3), 2.24 (s, 3H, C3’-CH3), 2.55 (s, 3H, C5’-CH3), 2.63 (s, 3H,
C5-CH3), 6.23 (s, 1H, Hpz’), 6.46 (s, 1H, Hpz), 6.63 (s, 1H, CH), 7.36 (m, 6H, o-PPh3), 7.50
(m, 6H, m-PPh3), 7.63 (m, 3H, p-PPh3) ppm. – 13C-NMR (CDCl3, 62.9 MHz): δ = 11.0 (C5’CH3), 11.4 (C5-CH3), 13.2 (C3’-CH3), 14.1 (C3-CH3), 22.1 (OAc-CH3), 68.2 (CH), 110.1 (d,
C4’, 4JCP = 2.9 Hz), 111.8 (C4), 125.0 (d, i-PPh3, 1JCP = 54.1 Hz), 129.6 (d, m-PPh3, 3JCP = 10.8
Hz), 133.1 (p-PPh3), 133.4 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.8 Hz), 145.0 (d, C5’, 5JCP = 1.7 Hz), 146.7 (C5),
154.2 (d, C3’, 3JCP = 2.0 Hz), 158.2 (C3), 163.3 (CO2–), 176.8 (OAc-CO2–) ppm. – 31P-NMR
(CDCl , 161.8 MHz): δ = 23.5 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1912 vs (NO), 1698 s (CO –), 1635
3
2
2
2
m (CO2–), 1612 vw, 1562 m (C=N), 1483 w, 1465 w, 1439 m, 1415 vw cm–1. – IR (KBr):
~ν = 1897 vs (NO), 1690 vs (CO –), 1637 m (CO –), 1612 vw, 1561 m (C=N), 1483 w, 1462
2
2
w, 1438 m, 1420 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 35.96 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) =
237.0 (21103), 273.0 (20396). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 700 (100) [M+], 641
(33) [M+ – OAc]. – CHN-Analyse C32H33BF4N5O5PRu (786.49): berechnet C 48.87, H 4.23,
N 8.90; gefunden C 48.30, H 4.36, N 8.91. – Schmelzpunkt 175°C (Zersetzung).
Benzoato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-nitrosyl-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(NO)]BF4 (33)
Me
5
4
3
Me
N
N
Me
N
O
ON
Ph3P O
Ph
5'
4'
3'
Me
Ru
N
O
O
BF4
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
193
Nach Reaktion von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23) (0.355 g, 0.485 mmol) mit [NO]BF4
(0.107 g, 0.916 mmol) in CH2Cl2 (30 mL) nach Vorschrift F erhält man nach 1 h Rühren bei
Raumtemperatur das hellrote Produkt 33.
Ausbeute 0.390 g (0.460 mmol, 95%). – 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 1.99 (s, 3H,
C3-CH3), 2.13 (s, 3H, C3’-CH3), 2.59 (s, 3H, C5’-CH3), 2.70 (s, 3H, C5-CH3), 6.19 (s, 1H,
Hpz’), 6.46 (s, 1H, Hpz), 6.76 (s, 1H, CH), 7.30–7.80 (m, 18H, Ph und m-, p-PPh3), 7.85 (d,
2H, o-Ph) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 100 MHz): δ = 11.0 (C5’-CH3), 11.5 (C5-CH3), 13.0
(C3’-CH3), 14.1 (C3-CH3), 68.2 (CH), 110.2 (d, C4’, 4JCP = 3.1 Hz), 111.5 (C4), 125.1 (d,
i-PPh3, 1JCP = 54.7 Hz), 128.5 (p-PPh3), 129.5 (d, m-PPh3, 3JCP = 11.4 Hz), 129.7 (o-Ph),
132.2 (i-Ph), 133.0 (m-Ph), 133.5 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.7 Hz), 134.0 (p-Ph), 145.1 (d, C5’, 5JCP =
2.0 Hz), 146.9 (C5), 154.2 (d, C3’, 3JCP = 2.0 Hz), 157.6 (C3), 163.6 (CO2–), 172.6 (Ph-CO2–)
ppm. – 31P-NMR (CDCl , 161.8 MHz): δ = 23.3 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1912 vs (NO),
3
2
2
1696 s (CO2–), 1635 w (CO2–), 1616 vw, 1561 m (C=N), 1483 w, 1465 w, 1450 vw, 1437 m,
1420 vw cm–1 – IR (KBr): ~ν = 1903 vs (NO), 1692 vs (CO –), 1632 w (CO –), 1562 m
.
2
2
–1
(C=N), 1483 w, 1467 w, 1463 w, 1450 vw, 1439 m, 1435 m, 1416 vw cm
.
– UV (CH2Cl2,
d = 1 cm, c = 35.48 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 239.0 (28064), 273.0 (19400). – FAB-MS
(NBOH-Matrix): m/z (%) = 763 (100) [MH+], 733 (11) [MH+ – NO], 641 (19) [M+ – O2CPh].
– CHN-Analyse C37H35BF4N5O5PRu (848.56): berechnet C 52.37, H 4.16, N 8.25; gefunden
C 51.94, H 4.28, N 8.35. – Schmelzpunkt 130°C (Zersetzung).
194
5. Experimenteller Teil
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-nitrosyl-pyruvato-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)(NO)]BF4 (34)
Me
5
Me
N
4
N
3
5'
N
O
Me
4'
ON
3'
Me
Ru
Ph3P O
O
BF4
N
O
O
Me
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) (0.480 g, 0.688 mmol) und [NO]BF4 (0.166 g,
1.42 mmol) reagieren in CH2Cl2 (30 mL) nach 1 h im 40°C warmen Wasserbad nach
Vorschrift F zum hellroten Produkt 34.
Ausbeute 0.468 g (0.575 mmol, 84%). – 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 2.01 (s, 3H,
C3-CH3), 2.24 (s, 3H, C3’-CH3), 2.31 (s, 3H, C(O)-CH3), 2.57 (s, 3H, C5’-CH3), 2.64 (s, 3H,
C5-CH3), 6.26 (s, 1H, Hpz’), 6.32 (s, 1H, Hpz), 6.73 (s, 1H, CH), 7.38 (m, 6H, o-PPh3), 7.49
(m, 6H, m-PPh3), 7.64 (m, 3H, p-PPh3) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 100 MHz): δ = 11.1
(C5’-CH3), 11.5 (C5-CH3), 13.5 (C3’-CH3), 14.2 (C3-CH3), 27.6 (C(O)-CH3), 68.1 (CH), 110.3
(d, C4’, 4JCP = 3.0 Hz), 111.6 (C4), 124.8 (d, i-PPh3, 1JCP = 54.5 Hz), 129.7 (d, m-PPh3, 3JCP =
11.4 Hz), 133.2 (p-PPh3), 133.5 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.8 Hz), 145.4 (d, C5’, 5JCP = 1.7 Hz), 147.0
(C5), 154.2 (d, C3’, 3JCP = 2.1 Hz), 158.2 (C3), 163.3 (CO2–), 168.3 (C(O)-CO2–), 192.9 (C=O)
ppm. – 31P-NMR (CDCl , 161.8 MHz): δ = 24.1 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1912 vs (NO),
3
–
2
2
–
1706 s (CO2 ), 1653 m (CO2 ), 1560 m (C=N), 1483 w, 1465 w, 1437 m, 1419 vw cm–1. – IR
(KBr): ~ν = 1904 vs (NO), 1692 vs (CO –), 1650 m (CO –), 1562 m (C=N), 1484 w, 1467 w,
2
2
1462 w, 1439 m, 1421 vw, 1416 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 35.92 mgL–1):
λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 237.0 (22938), 276.0 (19676). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) =
729 (100) [MH+], 641 (52) [M+ – O2CC(O)CH3], 363 (21) [M+ – bdmpza – O2CC(O)CH3 –
NO]. – CHN-Analyse C33H33BF4N5O6PRu (814.50): berechnet C 48.66, H 4.08, N 8.60;
gefunden C 48.04, H 4.20, N 8.77. – Schmelzpunkt 125°C (Zersetzung).
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
195
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-nitrosyl-2-oxobutyrato-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)(NO)]BF4 (35)
Me
5
Me
N
4
N
3
Me
N
O
ON
5'
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
O
BF4
N
O
O
Me
Nach Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)] (25) (0.450 g, 0.632 mmol)
mit [NO]BF4 (0.151 g, 1.29 mmol) in CH2Cl2 (50 mL) erhält man nach 1 h Reaktion im 40°C
warmen Wasserbad nach Vorschrift F das hellrote Produkt 35.
Ausbeute 0.500 g (0.603 mmol, 95%). – 1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): δ = 1.08 (t, 3H,
CH2-CH3, 3JHH = 7.2 Hz), 2.01 (s, 3H, C3-CH3), 2.25 (s, 3H, C3’-CH3), 2.56 (s, 3H, C5’-CH3),
2.64 (s, 3H, C5-CH3), 2.71 (dq, 1H, CH2, JAB = 19.1 Hz, 3JHH = 7.2 Hz), 2.76 (dq, 1H, CH2,
JAB = 19.1 Hz, 3JHH = 7.2 Hz), 6.27 (s, 2H, Hpz’), 6.32 (s, 2H, Hpz), 6.72 (s, 1H, CH), 7.37,
7.49 (m, 6H, o- und m-PPh3), 7.63 (m, 3H, p-PPh3) ppm. – 13C-NMR (CDCl3, 100 MHz): δ =
7.00 (CH2-CH3), 11.1 (C5’-CH3), 11.5 (C5-CH3), 13.6 (C3’-CH3), 14.2 (C3-CH3), 33.6 (CH2),
68.1 (CH), 110.2 (d, C4’, 4JCP = 3.1 Hz), 111.7 (C4), 124.8 (d, i-PPh3, 1JCP = 55.4 Hz), 129.7
(d, m-PPh3, 3JCP = 11.4 Hz), 133.2 (p-PPh3), 133.5 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.8 Hz), 145.3 (d, C5’,
5
JCP = 2.1 Hz), 147.0 (C5), 154.2 (d, C3’, 3JCP = 2.1 Hz), 158.2 (C3), 163.4 (CO2–), 168.8
(C(O)-CO2–), 196.0 (C=O) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 24.0 ppm. – IR
(CH2Cl2): ~ν = 1911 vs (NO), 1670 s (CO2–), 1653 m (CO2–), 1561 m (C=N), 1483 w, 1462
w, 1437 m, 1419 vw cm–1 – IR (KBr): ~ν = 1904 vs (NO), 1701 vs (CO –), 1649 s (CO –),
.
2
2
1561 m (C=N), 1484 w, 1462 w, 1438 m, 1421 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 34.56
mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 237.0 (23280), 276.0 (20432). – FAB-MS (NBOH-Matrix):
m/z (%) = 743 (100) [MH+], 641 (48) [M+ – O2CC(O)CH2CH3], 566 (21)
196
5. Experimenteller Teil
[M+ – O2CC(O)CH2CH3 – CO2 – NO], 363 (22) [M+ – bdmpza – O2CC(O)CH2CH3 – NO]. –
CHN-Analyse C34H35BF4N5O6PRu (828.53): berechnet C 49.29, H 4.26, N 8.45; gefunden C
49.29, H 4.20, N 8.30. – Schmelzpunkt 120°C (Zersetzung).
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-nitrosyl-phenylglyoxylato-triphenylphosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]BF4 (36)
Me
5
Me
N
4
N
3
N
O
Me
ON
5'
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
O
BF4
N
O
O
Ph
Nach Reaktion von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) (0.554 g, 0.729 mmol) mit
[NO]BF4 (0.163 g, 1.40 mmol) in CH2Cl2 (40 mL) nach Vorschrift F erhält man nach 1 h im
40°C warmen Wasserbad das hellrote Produkt 36.
Ausbeute 0.629 g (0.718 mmol, 98%). – 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 1.93 (s, 3H,
C3-CH3), 2.35 (s, 3H, C3’-CH3), 2.55 (s, 3H, C5’-CH3), 2.62 (s, 3H, C5-CH3), 6.25 (s, 1H,
Hpz’), 6.26 (s, 1H, Hpz), 6.70 (s, 1H, CH), 7.35–7.70 (m, 18H, Ph und m-, p-PPh3), 7.97 (d,
2H, o-Ph) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 100 MHz): δ = 11.1 (C5’-CH3), 11.4 (C5-CH3), 13.9
(C3’-CH3), 14.2 (C3-CH3), 68.1 (CH), 110.1 (d, C4’, 4JCP = 3.9 Hz), 111.6 (C4), 124.7 (d,
i-PPh3, 1JCP = 54.6 Hz), 128.9 (p-PPh3), 129.8 (d, m-PPh3, 3JCP = 11.3 Hz), 129.9 (o-Ph),
133.0 (i-Ph), 133.2 (m-Ph), 133.5 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.8 Hz), 134.7 (p-Ph), 145.6 (C5’), 147.1
(C5), 154.1 (d, C3’, 3JCP = 2.6 Hz), 158.2 (C3), 163.3 (CO2–), 169.3 (C(O)-CO2–), 186.7 (C=O)
ppm. – 31P-NMR (CDCl , 161.8 MHz): δ = 23.8 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1911 vs (NO),
3
–
2
2
–
1697 s (CO2 ), 1647 m (CO2 ), 1562 m (C=N), 1483 w, 1462 w, 1450 w, 1437 m, 1418 vw
cm–1 – IR (KBr): ~ν = 1906 vs (NO), 1690 vs (CO –), 1647 m (CO –), 1595 w, 1561 m
.
2
2
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
197
(C=N), 1483 w, 1463 w, 1450 vw, 1437 m, 1420 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 36.28
mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 238.0 (26522), 267.0 (29648). – FAB-MS (NBOH-Matrix):
m/z (%) = 791 (100) [MH+], 641 (51) [M+ – O2CC(O)Ph], 566 (21) [M+ – O2CC(O)Ph – CO2
– NO], 363 (37) [M+ – bdmpza – O2CC(O)Ph – NO]. – CHN-Analyse C38H35BF4N5O6PRu
(876.57): berechnet C 52.07, H 4.02, N 7.99; gefunden C 51.35, H 4.30, N 8.02. –
Schmelzpunkt 135°C (Zersetzung).
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-2-oxoglutarato-nitrosyl-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH2CO2H)(NO)]BF4 (37)
Me
5
Me
N
4
N
3
Me
N
O
ON
5'
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
O
BF4
N
O
O
CO2H
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH2CO2H)] (27) (0.200 g, 0.265 mmol) und [NO]BF4
(0.066 g, 0.565 mmol) reagieren in CH2Cl2 (30 mL) nach 1 h im 40°C warmen Wasserbad
nach Vorschrift F zum hellroten Produkt 37 als 1:1 Isomerengemisch
Ausbeute 0.225 g (0.258 mmol, 97%). – 2 Isomere: 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ =
verdeckt und 1.82, 1.93, 2.02, 2.24, 2.32, 2.52, 2.60 (8 × CH3), verdeckt und 2.93, 3.53, 3.72
(2 × CH2-CH2), 6.24, 6.36, 6.37, 6.45, 6.70, 6.78 (2 × Hpz, 2 × Hpz’ und 2 × CH), 7.30–7.80
(PPh3) ppm. – 13C-NMR (CDCl3, 62.9 MHz): δ = 10.9, 11.0, 11.4, 11.5, 13.3, 13.5, 13.7, 14.2
(8 × CH3), 27.1, 27.3 (2 × CH2-CO2H), 34.6, 34.9 (2 × CH2-C(O)), 67.8, 68.1 (2 × CH),
110.0, 110.4, 111.7, 111.8 (2 × C4 und 2 × C4’), 124.9 (d, i-PPh3, 1JCP = 55.1 Hz), 129.7 (d,
198
5. Experimenteller Teil
m-PPh3, 3JCP = 11.2 Hz), 133.2 (d, p-PPh3, 4JCP = 7.6 Hz), 133.5 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.6 Hz),
144.6, 145.3, 146.8, 147.4 (2 × C5 und 2 × C5’), 154.5, 154.6, 157.4, 158.5 (2 × C3 und
2 × C3’), 163.6, 163.7, 167.8, 169.3 (2 × CO2– und 2 × C(O)-CO2–), 174.5, 174.7 (2 × CO2H),
214.4, 217.9 (2 × C=O) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 23.4, 24.2 ppm. – IR
(CH2Cl2): ~ν = 1912 vs, 1896 sh (NO), 1786 vw, 1710 s (CO2–), 1698 sh, 1651 m (CO2–),
1607 vw, 1562 m (C=N), 1483 w, 1464 w, 1439 m, 1419 vw cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1905 vs
(NO), 1708 vs (CO2–), 1653 m (CO2–), 1561 s (C=N), 1484 w, 1464 w, 1438 s, 1420 vw cm–1.
– UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 35.72 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 238.0 (22056), 277.0
(18799). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 786 (100) [M+], 641 (58)
[M+ – O2CC(O)CH2CH2CO2H], 566 (20) [M+ – O2CC(O)CH2CH2CO2H – CO2 – NO], 363
(20) [M+ – bdmpza – O2CC(O)CH2CH2CO2H – NO]. – CHN-Analyse C35H35BF4N5O8PRu
(872.54): berechnet C 48.18, H 4.04, N 8.03; gefunden C 45.97, H 4.49, N 7.83. –
Schmelzpunkt 110°C (Zersetzung).
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
199
5.4.3 Umsetzung von Carboxylato-Komplexen mit CO-Gas
Acetato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-carbonyl-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(CO)] (38)
Me
5
4
3
Me
N
N
Me
5'
N
O
4'
ON
3'
Me
Ru
Ph3P O
Me
C
O
O
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.275 g, 0.411 mmol) wird in CH2Cl2 (70 mL) gelöst und
CO-Gas über einen Zeitraum von 2 h durch die Lösung geleitet. Das Lösungsmittel wird im
Vakuum entfernt und der Rückstand in wenig CH2Cl2 gelöst. Nach Ausfällen mit Et2O erhält
man das gelbe Produkt 38.
Ausbeute 0.325 g (0.400 mmol, 97%). – 1H-NMR (CD2Cl2, 600 MHz): δ = 1.55 (s, 3H,
OAc-CH3), 1.91 (s, 3H, C3-CH3), 2.33 (s, 3H, C3’-CH3), 2.46 (s, 3H, C5’-CH3), 2.55 (s, 3H,
C5-CH3), 6.03 (s, 1H, Hpz), 6.04 (s, 1H, Hpz’), 6.57 (s, 1H, CH), 7.32 (vt, 6H, m-PPh3), 7.40
(vt, 9H, o- und p-PPh3) ppm. –
13
C-NMR (CD2Cl2, 150.9 MHz): δ = 11.3 (C5’-CH3), 11.5
(C5-CH3), 13.7 (C3-CH3), 14.0 (C3’-CH3), 22.9 (OAc-CH3), 69.3 (CH), 108.6 (C4’), 109.3
(C4), 128.4 (d, m-PPh3, 3JCP = 9.8 Hz), 130.4 (p-PPh3), 133.1 (d, i-PPh3, 1JCP = 46.4 Hz), 134.0
(d, o-PPh3, 2JCP = 9.9 Hz), 142.1 (C5’), 142.9 (C5), 154.6 (C3’), 155.9 (C3), 166.3 (CO2–),
177.3 (OAc-CO2–), 205.3 (d, CO, 2JCP = 19.8 Hz) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ =
43.3 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1977 vs (CO), 1669 vs (CO –), 1624 w, 1602 vw, 1564 w
2
2
2
–1
(C=N), 1485 vw, 1465 vw, 1437 m, 1419 vw cm
.
– IR (KBr): ~ν = 1967 vs (CO), 1672 vs
(CO2–), 1620 m, 1600 vw, 1560 m (C=N), 1481 vw, 1462 vw, 1434 m, 1420 vw cm–1 – UV
(CH2Cl2, d = 1 cm, c = 39.48 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 245.0 (14652). – FAB-MS
(NBOH-Matrix): m/z (%) = 698 (34) [M+], 639 (100) [M+ – OAc], 565 (12) [M+ – HOAc –
200
5. Experimenteller Teil
CO2 – CO – H], 391 (41) [M+ – Hbdmpza – OAc], 363 (35) [M+ – Hbdmpza – OAc – CO]. –
CHN-Analyse C33H33N4O5PRu (697.69): berechnet C 56.81, H 4.77, N 8.03; gefunden
C 57.25, H 4.86, N 7.91. – Schmelzpunkt 150°C (Zersetzung).
Benzoato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-carbonyl-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(CO)] (39)
Me
Me
5
N
4
N
3
Me
N
O
ON
Ph
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
C
O
O
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23) (0.580 g, 0.793 mmol) wird in CH2Cl2 (70 mL) gelöst und
man leitet über 30 min CO-Gas ein. Das Lösungsmittel wird im Vakuum entfernt und man
erhält nach Ausfällen aus CH2Cl2 mit Et2O das gelbe Produkt 39.
Ausbeute 0.540 g (0.711 mmol, 90%). – 1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): δ = 1.95 (s, 3H,
C3-CH3), 2.24 (s, 3H, C3’-CH3), 2.45 (s, 3H, C5’-CH3), 2.56 (s, 3H, C5-CH3), 5.94 (s, 1H,
Hpz’), 6.02 (s, 1H, Hpz), 6.58 (s, 1H, CH), 7.10–7.20 (m, 8H, m-Ph und m-PPh3), 7.23 (d, 1H,
p-Ph), 7.29 (vt, 3H, p-PPh3), 7.44 (vt, 6H, o-PPh3), 7.55 (d, 2H, o-Ph) ppm. –
13
C-NMR
(CDCl3, 100.5 MHz): δ = 11.1 (C5’-CH3), 11.3 (C5-CH3), 13.8 (C3’-CH3), 13.9 (C3-CH3), 68.9
(CH), 108.3 (d, C4’, 4JCP = 2.6 Hz), 108.8 (C4), 127.0 (m-Ph), 128.1 (d, m-PPh3, 3JCP = 9.9
Hz), 129.2 (o-Ph), 129.4 (p-Ph), 129.8 (d, p-PPh3, 4JCP = 2.2 Hz), 132.6 (d, i-PPh3, 1JCP = 46.9
Hz), 133.7 (d, o-PPh3, 2JCP = 10.0 Hz), 135.4 (i-Ph), 140.9 (C5’), 141.7 (C5), 154.5 (C3’), 155.4
(C3), 166.3 (CO2–), 172.6 (Ph-CO2–), 204.2 (d, CO, 2JCP = 21.2 Hz) ppm. – 31P-NMR (CDCl3,
161.8 MHz): δ = 43.6 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1978 vs (CO), 1669 vs (CO –), 1636 w, 1616
2
2
2
w, 1576 w, 1564 w (C=N), 1485 vw, 1465 vw, 1447 vw, 1436 m, 1419 vw cm–1. – IR (KBr):
~ν = 1953 vs (CO), 1670 vs (CO –), 1636 w, 1617 w, 1576 vw, 1565 w (C=N), 1481 vw, 1463
2
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
201
vw, 1446 vw, 1437 m, 1432 m, 1420 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 42.20 mgL–1):
λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 246.0 (16264). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 760 (49) [M+],
732 (25) [M+ – CO], 638 (100) [M+ – HO2CPh], 565 (11) [M+ – HO2CPh – CO2 – CO – H],
363 (23) [M+ – Hbdmpza – O2CPh – CO]. – CHN-Analyse C38H35N4O5PRu (759.76):
berechnet C 60.07, H 4.64, N 7.37; gefunden C 59.98, H 4.79, N 7.32. – Schmelzpunkt
170°C (Zersetzung).
5.4.4 Umsetzung von Carboxylato-Komplexen mit SO2-Gas
Acetato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-schwefeldioxid-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(SO2)] (40)
Me
5
4
3
Me
N
N
Me
N
O
ON
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
Me
5'
SO2
O
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.654 g, 0.977 mmol) wird in CH2Cl2 (150 mL) gelöst und
30 min mit SO2 begast. Das Lösungsmittel wird im Vakuum entfernt und man erhält nach
Ausfällen aus CH2Cl2 mit Et2O das gelbe Produkt 40.
Ausbeute 0.678 g (0.924 mmol, 95%). – 1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): δ = 1.77 (s, 3H,
OAc-CH3), 1.92 (s, 3H, C3-CH3), 2.12 (s, 3H, C3’-CH3), 2.42 (s, 3H, C5-CH3), 2.48 (s, 3H,
C5’-CH3), 5.79 (s, 1H, Hpz), 5.92 (s, 1H, Hpz’), 6.54 (s, 1H, CH), 7.00–7.65 (m, 15H, PPh3)
202
5. Experimenteller Teil
ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 100.5 MHz): δ = 11.5 (C5’-CH3), 11.6 (C5-CH3), 13.7 (C3’-CH3),
14.0 (C3-CH3), 22.8 (OAc-CH3), 69.3 (CH), 109.3 (C4), 109.7 (d, C4’, 4JCP = 2.7 Hz), 127.9
(d, m-PPh3, 3JCP = 7.1 Hz), 129.7 (d, p-PPh3), 134.8 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.4 Hz), n.d. (i-PPh3),
141.1 (d, C5’, 5JCP = 1.3 Hz), 142.8 (C5), 155.0 (d, C3’, 3JCP = 2.2 Hz), 156.4 (C3), 167.0
(CO2–), 179.7 (OAc-CO2–) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 45.4 ppm. – IR
(CH Cl ): ~ν = 1673 vs (CO –), 1566 w (C=N), 1483 vw, 1465 vw, 1436 m, 1419 vw, 1395
2
2
2
vw, 1350 vw, 1313 vw, 1284 m, 1128 s, 1094 w, 1091 vw cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1672 vs
(CO2–), 1566 w (C=N), 1484 vw, 1463 vw, 1437 m, 1420 w, 1374 vw, 1352 vw, 1310 vw,
1282 m, 1128 s, 1093 w, 1089 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 43.96 mgL–1): λmax/nm
(ε/M–1cm–1) = 246.0 (18011). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 735 (30) [MH+], 670
(100) [M+ – SO2], 611 (92) [M+ – SO2 – OAc], 565 (27) [M+ – SO2 – CO2 – HOAc – H], 363
(20) [M+ – Hbdmpza – SO2 – OAc]. – CHN-Analyse C32H33N4O6PRuS (733.74): berechnet
C 52.38, H 4.53, N 7.64; gefunden C 52.41, H 4.70, N 7.73. – Schmelzpunkt 180°C
(Zersetzung).
Benzoato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-schwefeldioxidtriphenylphosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(SO2)] (41)
Me
5
4
3
Me
N
N
Me
N
O
ON
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
Ph
5'
SO2
O
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23) (0.638 g, 0.872 mmol) wird in CH2Cl2 (80 mL) gelöst und
30 min mit SO2 begast. Das Lösungsmittel wird im Vakuum entfernt und man erhält nach
Ausfällen aus CH2Cl2 mit Et2O das gelbe Produkt 41.
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
203
Ausbeute 0.642 g (0.807 mmol, 92%). – 1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): δ = 2.01 (s, 3H,
C3’-CH3), 2.03 (s, 3H, C3-CH3), 2.42 (s, 3H, C5’-CH3), 2.50 (s, 3H, C5-CH3), 5.85 (s, 1H, Hpz),
5.87 (s, 1H, Hpz’), 6.57 (s, 1H, CH), 7.00–7.47 (m, 18H, m- und p-Ph und PPh3), 7.64 (d, 2H,
o-Ph) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 100.5 MHz): δ = 11.2 (C5’-CH3), 11.4 (C5-CH3), 13.4
(C3’-CH3), 13.9 (C3-CH3), 69.1 (CH), 109.1 (C4), 109.6 (d, C4’, 4JCP = 2.8 Hz), 127.5, 127.6,
127.8, 128.5, 129.3, 129.9, 132.1 (Ph und m-, p-PPh3), 134.5 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.3 Hz), 140.9
(d, C5’, 5JCP = 1.3 Hz), 142.7 (C5), 155.1 (d, C3’, 3JCP = 2.1 Hz), 156.1 (C3), 166.8 (CO2–),
174.9 (Ph-CO2–) ppm. – 1H-NMR (CD2Cl2, 600 MHz): δ = 1.98 (s, 3H, C3’-CH3), 2.02 (s, 3H,
C3-CH3), 2.45 (s, 3H, C5’-CH3), 2.52 (s, 3H, C5-CH3), 5.88 (s, 1H, Hpz), 5.93 (s, 1H, Hpz’),
6.57 (s, 1H, CH), 7.19 (m, 6H, m-PPh3), 7.33 (m, 5H, m-Ph und p-PPh3), 7.39 (m, 6H, oPPh3), 7.48 (m, 1H, p-Ph), 7.64 (d, 2H, o-Ph) ppm. –
13
C-NMR (CD2Cl2, 150.9 MHz): δ =
11.5 (C5’-CH3), 11.6 (C5-CH3), 13.4 (C3’-CH3), 14.2 (C3-CH3), 69.4 (CH), 109.4 (C4), 109.6
(C4’), 127.9 (d, m-PPh3, 3JCP = 9.7 Hz), 128.4 (p-PPh3), 129.8 (br, i-PPh3), 130.2 (o-, m-Ph),
132.7 (p-Ph), 134.8 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.2 Hz), 142.0 (C5’), 143.6 (C5), 155.2 (C3’), 156.6 (C3),
166.8 (CO2–), 175.4 (Ph-CO2–) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 44.6 ppm. – IR
(CH Cl ): ~ν = 1673 vs (CO –), 1567 w (C=N), 1507 w, 1484 vw, 1464 vw, 1435 w, 1420 vw,
2
2
2
1395 m, 1349 vw, 1313 vw, 1286 w, 1129 s, 1094 w, 1090 vw cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1671 vs
(CO2–), 1561 w (C=N), 1509 w, 1484 vw, 1461 vw, 1435 w, 1416 vw, 1397 m, 1346 vw,
1283 m, 1125 s, 1093 w cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 40.84 mgL–1): λmax/nm
(ε/M–1cm–1) = 247.0 (24812). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 797 (28) [MH+], 732
(100) [M+ – SO2], 611 (93) [M+ – SO2 – O2CPh], 566 (19) [M+ – SO2 – CO2 – HO2CPh]. –
CHN-Analyse C37H35N4O6PRuS (795.82): berechnet C 55.84, H 4.43, N 7.04; gefunden
C 55.49, H 4.49, N 6.73. – Schmelzpunkt 180°C (Zersetzung).
204
5. Experimenteller Teil
5.4.5 Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] mit CO2-Gas
In eine Lösung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.170 g, 0.254 mmol) in CH2Cl2
(10 mL) wird CO2-Gas eingeleitet. Nach 2 h konnte im IR-Spektrum keine Änderung
beobachtet werden und die Reaktion wurde abgebrochen.
5.4.6 Umsetzung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] mit N2-Gas
In eine Lösung von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.223 g, 0.333 mmol) in CH2Cl2
(10 mL) wird N2-Gas eingeleitet. Im IR-Spektrum konnte nach 4 h keine Änderung
beobachtet werden und die Reaktion wurde abgebrochen.
5.4.7 Umsetzung der CO- und SO2-Addukt-Komplexe mit HO2CC(O)Ph
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2Ph)(CO)] (39) (0.153 g, 0.201 mmol) und Phenylglyoxylsäure (0.036
g, 0.240 mmol) bzw. [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2Ph)(SO2)] (41) (0.101 g, 0.127 mmol) und
Phenylglyoxylsäure (0.023 g, 0.153 mmol) werden in CH2Cl2 (10 mL) 24 h gerührt. Die
Lösung ändert die Farbe von gelb nach violett. Das Lösungsmittel wird im Vakuum entfernt
und der Rückstand aus CH2Cl2/Pentan gefällt und im Vakuum getrocknet. Die 1H-NMRSpektren zeigen lediglich Edukt-Signale des CO-Komplexes 39 bzw. SO2-Komplexes 41.
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
205
5.4.8 Reaktion von Bispyrazolylacetato-Komplexen mit MeCN
Synthese von Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-chloro-acetonitril-triphenylphosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(Cl)(MeCN)] (42)
Me
5
4
3
Me
Me
N
N
5'
N
O
4'
ON
Me
Ru
Ph3P Cl
3'
N
C
Me
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.428 g, 0.471 mmol) wird in Acetonitril (20 mL) einen Tag bei
Raumtemperatur gerührt. Danach wird unter starkem Rühren mit viel Pentan gewaschen und
nach Trennung der Phasen das Produkt 42 im Vakuum getrocknet. Diese gesamte Prozedur
wird insgesamt drei Mal durchgeführt. Zuletzt wird das gelbe Produkt 42 aus CH2Cl2/Pentan
gefällt.
Ausbeute 0.301 g (0.438 mmol, 93%). – 1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): δ = 1.88 (s, 3H,
NC-CH3), 1.88 (s, 3H, C3’-CH3), 2.47 (s, 3H, C5-CH3), 2.51 (s, 3H, C5’-CH3), 2.71 (s, 3H,
C3-CH3), 5.89 (s, 1H, Hpz), 6.04 (s, 1H, Hpz’), 6.51 (s, 1H, CH), 7.26 (m, 6H, m-PPh3), 7.28
(m, 3H, p-PPh3), 7.30 (m, 6H, o-PPh3) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 100.5 MHz): δ = 3.67
(NC-CH3), 10.9 (C5’-CH3), 11.4 (C5-CH3), 14.4 (C3’-CH3), 15.0 (C3-CH3), 69.1 (CH), 108.6
(d, C4’, 4JCP = 2.8 Hz), 108.8 (C4), 124.0 (CN), 127.4 (d, m-PPh3, 3JCP = 9.2 Hz), 129.0 (d,
p-PPh3, 3JCP = 1.8 Hz), 134.3 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.5 Hz), 134.7 (d, i-PPh3, 1JCP = 40.7 Hz),
140.3 (d, C5’, 5JCP = 1.0 Hz), 141.6 (C5), 155.2 (d, C3’, 3JCP = 2.6 Hz), 158.4 (C3), 167.6
(CO –) ppm. – 31P-NMR (CDCl , 161.8 MHz): δ = 48.8 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 2275 w
2
3
2
2
(C≡N), 2254 vw, 1660 vs (CO2–), 1647 sh, 1565 w (C=N), 1483 w, 1463 vw, 1434 m, 1420 w
cm–1. – IR (KBr): ~ν = 2269 w (C≡N), 2247 vw, 1657 vs (CO –), 1642 sh, 1583 vw, 1561 m
2
–1
(C=N), 1483 w, 1460 vw, 1433 m, 1416 vw cm . – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 52.44 mgL–1):
206
5. Experimenteller Teil
λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 237.0 (21995), 267.0 (8173), 274.0 (8010). – FAB-MS (NBOHMatrix): m/z (%) = 686 (10) [M+], 645 (100) [M+ – MeCN], 610 (33) [M+ – MeCN – Cl], 566
(29) [M+ – MeCN – Cl – CO2], 363 (38) [M+ – MeCN – Cl – bdmpza]. – CHN-Analyse
C32H33ClN5O2PRu (687.14): berechnet C 55.93, H 4.84, N 10.19; gefunden C 55.87, H 4.76,
N 10.06. – Schmelzpunkt 230°C (Zersetzung).
Synthese von Acetato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-acetonitril-triphenylphosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(MeCN)] (43)
Me
5
4
3
Me
N
N
Me
O
4'
ON
Ph3P O
3'
Me
Ru
Me
5'
N
N
O
C
Me
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.134 g, 0.200 mmol) wird in Acetonitril (10 mL) 5 h bei
Raumtemperatur gerührt. Nach Einengen der trüben Lösung im Vakuum erhält man das gelbe
Produkt 43.
Ausbeute 0.141 g (0.198 mmol, 99%). – 1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): δ = 1.31 (s, 3H,
OAc-CH3), 1.56 (s, 3H, C3-CH3), 2.22 (s, 3H, NC-CH3), 2.43 (s, 3H, C3’-CH3), 2.47 (s, 3H,
C5’-CH3), 2.54 (s, 3H, C5-CH3), 5.91 (s, 1H, Hpz), 6.07 (s, 1H, Hpz’), 6.55 (s, 1H, CH),
7.10–7.50 (m, 15H, PPh3) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 62.9 MHz): δ = 4.60 (NC-CH3), 11.0
(C5’-CH3), 11.6 (C5-CH3), 13.3 (C3’-CH3), 14.2 (C3-CH3), 23.8 (OAc-CH3), 69.7 (CH), 108.2
(d, C4’, 4JCP = 2.9 Hz), 108.4 (C4), 124.7 (CN), 127.5 (d, m-PPh3, 3JCP = 9.3 Hz), 128.9
(p-PPh3), 134.7 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.7 Hz), n.d. (i-PPh3), 140.5 (C5’), 142.3 (C5), 154.0 (C3’),
157.0 (C3), 166.3 (CO2–), 179.7 (OAc-CO2–) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 53.4
ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 2271 w (C≡N), 1663 vs (CO –), 1648 sh, 1608 m, 1591 sh, 1564 w
2
2
2
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
207
(C=N), 1484 w, 1464 vw, 1434 m, 1417 vw cm–1. – IR (KBr): ~ν = 2263 m (C≡N), 1659 vs
(CO2–), 1606 s, 1587 sh, 1564 w (C=N), 1483 w, 1463 vw, 1434 m, 1417 vw cm–1. – UV
(CH2Cl2, d = 1 cm, c = 45.04 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 236.0 (23029), 268.0 (8042),
275.0 (8001), 289.0 (7645). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 711 (8) [M+], 651 (97)
[M+ – HOAc], 610 (100) [M+ – HOAc – MeCN], 565 (46) [M+ – HOAc – CO2 – MeCN – H].
– CHN-Analyse aus Kristall C34H36N5O4PRu·CH2Cl2 (795.67): berechnet C 52.83, H 4.81,
N 8.80; gefunden C 52.90, H 5.03, N 8.89. – Schmelzpunkt 145°C (Zersetzung).
Synthese
von
Benzoato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-acetonitril-
triphenylphosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(MeCN)] (44)
Me
5
4
3
Me
N
N
Me
O
4'
ON
Ph3P O
3'
Me
Ru
Ph
5'
N
N
O
C
Me
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23) (0.356 g, 0.487 mmol) wird in Acetonitril (25 mL) 4 h bei
Raumtemperatur gerührt. Nach Einengen der trüben Lösung im Vakuum erhält man das gelbe
Produkt 44 als Gemisch zweier Isomere im Verhältnis 2:1.
Ausbeute 0.372 g (0.481 mmol, 99%). 1. Isomer: 1H-NMR (CDCl3, 600 MHz): δ = 1.61 (s,
3H, C3-CH3), 2.23 (s, 3H, NC-CH3), 2.30 (s, 3H, C3’-CH3), 2.51 (s, 3H, C5’-CH3), 2.57 (s, 3H,
C5-CH3), 5.93 (s, 1H, Hpz), 6.01 (s, 1H, Hpz’), 6.62 (s, 1H, CH), 7.05–7.65 (m, 20H, Ph und
PPh3) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 150.9 MHz): δ = 2.23 (NC-CH3), 11.0 (C5’-CH3), 11.6
(C5-CH3), 13.3 (C3’-CH3), 14.2 (C3-CH3), 69.6 (CH), 108.0 (C4’), 108.4 (C4), 124.7 (CN),
140.2 (C5’), 142.4 (C5), 153.8 (C3’), 157.0 (C3), 166.8 (CO2–), 174.6 (Ph-CO2–) ppm. –
31
P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 53.6 ppm. 2. Isomer: 1H-NMR (CDCl3, 600 MHz): δ =
208
5. Experimenteller Teil
1.57 (s, 3H, C3-CH3), 1.92 (s, 3H, NC-CH3), 2.25 (s, 3H, C3’-CH3), 2.49 (s, 3H, C5’-CH3),
2.57 (s, 3H, C5-CH3), 5.91 (s, 1H, Hpz), 5.97 (s, 1H, Hpz’), 6.56 (s, 1H, CH), 7.05–7.65 (m,
20H, Ph und PPh3) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 150.9 MHz): δ = 3.56 (NC-CH3), 11.0
(C5’-CH3), 11.5 (C5-CH3), 13.2 (C3’-CH3), 13.9 (C3-CH3), 69.2 (CH), 107.8 (C4’), 108.3 (C4),
124.1 (CN), 140.2 (C5’), 141.5 (C5), 153.9 (C3’), 157.5 (C3), 167.8 (CO2–), 174.9 (Ph-CO2–)
31
P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 51.9 ppm. Beide Isomere: Die PPh3 und PhSignale konnten nicht aufgelöst werden. – IR (CH Cl ): ~ν = 2270 w (C≡N), 1663 vs (CO –),
ppm. –
2
2
2
–1
1645 sh, 1608 m, 1574 m (C=N), 1570 m, 1484 w, 1464 vw, 1434 m, 1419 vw cm . – IR
(KBr): ~ν = 2268 m (C≡N), 1659 vs (CO –), 1605 s, 1570 s (C=N), 1484 w, 1465 vw, 1434 m,
2
1419 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 76.36 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 238.0
(21140), 268.0 (8615), 275.0 (8589), 296.0 (8598). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) =
773 (3) [M+], 731 (100) [M+ – MeCN], 651 (29) [M+ – O2CPh], 610 (43) [M+ – O2CPh –
MeCN]. – CHN-Analyse C39H38N5O4PRu (772.80): berechnet C 60.61, H 4.96, N 9.06;
gefunden C 59.92, H 5.20, N 8.79. – Schmelzpunkt 160°C (Zersetzung).
Synthese von Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-phenylglyoxylato-acetonitriltriphenylphosphan-ruthenium(II) [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(MeCN)] (45)
Me
5
Me
N
4
N
3
5'
N
O
Me
Ph3P O
O
3'
Me
Ru
Ph
4'
ON
N
O
C
Me
[(bdmpza)Ru(PPh3)2(O2CC(O)Ph)] (26) (0.141 g, 0.186 mmol) wird in Acetonitril (20 mL)
2 h unter Rückfluss erhitzt. Die gelbe Lösung wird im Vakuum eingeengt und das Produkt 45
mit Et2O als gelbes Pulver ausgefällt.
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
209
Ausbeute 0.107 g (0.133 mmol, 72%). – 1H-NMR (d3-Acetonitril, 250 MHz): δ = 1.62, 2.41
(s, 3H, C3 und C3’-CH3), 1.97 (s, 3H, NC-CH3), 2.52, 2.55 (s, 3H, C5 und C5’-CH3), 6.05, 6.62
(s, 1H, Hpz und Hpz’), 6.62 (s, 1H, CH), 7.30–7.60 (m, 18H, PPh3 und m-, p-Ph), 7.91 (d, 2H,
o-Ph) ppm. – 13C-NMR (d3-Acetonitril, 62.9 MHz): δ = 3.80 oder 4.18 (NC-CH3), 11.2, 11.8
(C5-CH3 und C5’-CH3), 13.9, 14.9 (C3-CH3 und C3’-CH3), 69.7 (CH), n.d. (CN), 109.5, 109.8
(C4 und C4’), n.z. (Ph), 143.9, 145.9 (C5 und C5’), 155.7, 157.8 (C3 und C3’), 167.5 (CO2–),
n.d. (Glyoxyl-CO2–), n.d. (C=O) ppm. – 31P-NMR (d3-Acetonitril, 161.8 MHz): δ = 49.7
ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 2278 vw (C≡N), 1670 vs (CO –), 1608 s, 1580 vw, 1564 m (C=N),
2
2
2
1483 w, 1465 vw, 1450 vw, 1436 m, 1419 vw cm–1. – IR (KBr): ~ν = 2277 vw (C≡N), 1669
vs (CO2–), 1605 s, 1565 w (C=N), 1484 w, 1465 vw, 1436 w, 1419 vw cm–1. – UV (CH2Cl2,
d = 1 cm, c = 56.48 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 239.0 (30929), 341.0 (907). – FAB-MS
(NBOH-Matrix): m/z (%) = 802 (3) [M+ + H], 760 (31) [M+ – MeCN], 652 (81) [M+ –
O2CC(O)Ph], 611 (100) [M+ – MeCN – O2CC(O)Ph], 567 (39) [M+ – MeCN – O2CC(O)Ph –
CO2], 363 (33) [M+ – MeCN – O2CC(O)Ph – Hbdmpza]. –CHN-Analyse C40H38N5O5PRu
(800.81): berechnet C 59.99, H 4.78, N 8.75; gefunden C 59.49, H 5.51, N 8.97. –
Schmelzpunkt 85°C (Zersetzung).
210
5. Experimenteller Teil
5.4.9 Reaktion von Carboxylato-Komplexen mit Pyridin
Allgemeine Vorschrift G. Umsetzung von Bispyrazolylacetato-Komplexen mit
Pyridin.
Der in CH2Cl2 gelöste Bispyrazolylacetato-Ruthenium-Komplex wird bei Raumtemperatur
mit 10 eq Pyridin gerührt. Nach Entfernen des Lösungsmittels im Vakuum erhält man das
Produkt nach Umfällen aus CH2Cl2/Pentan.
Synthese
von
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-chloro-pyridin-triphenyl-
phosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)Cl(Pyridin)] (46)
Me
5
4
3
Me
Me
N
N
N
O
ON
4'
3'
Me
Ru
Ph3P Cl
5'
N
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.308 g, 0.339 mmol) und Pyridin (0.271 g, 3.43 mmol) in
CH2Cl2 (15 mL) ergeben nach Vorschrift G nach 3 Tagen das gelbe Produkt 46.
Ausbeute 0.237 g (0.327 mmol, 96%). – 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 1.70 (s, 3H,
C3’-CH3), 1.91 (s, 3H, C3-CH3), 2.48 (s, 3H, C5’-CH3), 2.52 (s, 3H, C5-CH3), 5.85 (s, 1H, Hpz),
5.92 (s, 1H, Hpz’), 6.52 (s, 1H, CH), 6.72 (t, 1H, m’-Pyridin), 6.87 (t, 1H, m-Pyridin), 7.12 (m,
6H, m-PPh3), 7.17 (m, 6H, o-PPh3), 7.23 (m, 3H, p-PPh3), 7.36 (t, 1H, p-Pyridin), 8.02 (d, 1H,
o-Pyridin), 8.94 (d, 1H, o’-Pyridin) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 100.5 MHz): δ = 11.1
(C5’-CH3), 11.4 (C5-CH3), 12.6 (C3’-CH3), 14.9 (C3-CH3), 69.3 (CH), 108.9 (d, C4’), 109.3
(C4), 122.8, 122.9 (m- und m’-Pyridin), 127.4 (m-PPh3), 128.7 (p-PPh3), 134.1 (p-Pyridin),
134.1 (o-PPh3), n.d. (i-PPh3), 140.2 (C5’), 141.6 (C5), 154.6 (C3’), 155.2 (o-Pyridin), 158.6
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
211
(o’-Pyridin), 158.8 (C3), 168.1 (CO2–) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 49.5 ppm.
– IR (CH Cl ): ~ν = 1659 vs (CO –), 1565 w (C=N), 1482 m, 1462 vw, 1447 vw, 1434 m,
2
2
2
1420 vw cm . – IR (KBr): ~ν = 1657 vs (CO2–), 1642 vw, 1565 m (C=N), 1483 m, 1461 w,
–1
1446 vw, 1437 w, 1432 w, 1419 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 38.20 mgL–1):
λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 235.0 (21351), 268.0 (5530), 275.0 (5640), 304.0 (5774), 362.0
(5093). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 724 (7) [M+], 647 (7) [M+ – Pyridin], 460 (6)
[M+ – PPh3], 363 (6) [M+ – Cl - Pyridin – bdmpza], 217 (100) [M+ – PPh3 – bdmpza]. –
CHN-Analyse C35H35ClN5O2PRu (725.19): berechnet C 57.97, H 4.86, N 9.66; gefunden
C 57.81, H 4.99, N 8.96. – Schmelzpunkt 240°C (Zersetzung).
Synthese
von
Acetato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-pyridin-triphenyl-
phosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(Pyridin)] (47)
Me
Me
5
N
4
N
3
Me
N
O
ON
Me
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
N
O
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.278 g, 0.415 mmol) und Pyridin (0.336 g, 4.25 mmol)
werden in CH2Cl2 (10 mL) nach Vorschrift G innerhalb von 3 Tagen umgesetzt. Man erhält
das orangegelbe Produkt 47.
Ausbeute 0.266 g (0.355 mmol, 86%). – 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 1.33 (s, 3H,
C3’-CH3), 1.55 (s, 3H, C3-CH3), 1.79 (s, 3H, OAc-CH3), 2.49 (s, 3H, C5’-CH3), 2.52 (s, 3H,
C5-CH3), 5.79 (s, 1H, Hpz), 5.85 (s, 1H, Hpz’), 6.53 (s, 1H, CH), 6.82 (m, 2H, m und
m’-Pyridin), 7.05–7.30 (m, 15H, PPh3), 7.37 (tt, 1H, p-Pyridin), 8.05 (d, 1H, o-Pyridin), 8.90
(d, 1H, o’-Pyridin) ppm. – 1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): δ = 1.32 (s, 3H, C3’-CH3), 1.59 (s,
3H, C3-CH3), 1.88 (br, 3H, OAc-CH3), 2.52 (s, 3H, C5’-CH3), 2.59 (br, 3H, C5-CH3), 5.77 (s,
212
5. Experimenteller Teil
1H, Hpz), 5.83 (s, 1H, Hpz’), 6.55 (s, 1H, CH), 6.84 (br, 1H, m’-Pyridin), 6.85 (br, 1H,
m-Pyridin), 7.11 (m, 6H, m-PPh3), 7.17 (m, 6H, o-PPh3), 7.23 (t, 3H, p-PPh3), 7.34 (t, 1H,
p-Pyridin), 7.97 (br, 1H, o-Pyridin), 8.93 (br, 1H, o’-Pyridin) ppm. – 13C-NMR (CDCl3, 62.9
MHz): δ = 11.2 (C5’-CH3), 11.5 (C3’-CH3), 11.5 (C5-CH3),14.2 (C3-CH3), 24.8 (OAc-CH3),
69.3 (CH), 108.0 (d, C4’, 4JCP = 2.8 Hz), 108.1 (C4), 122.6 (m’-Pyridin), 123.2 (m-Pyridin),
127.4 (d, m-PPh3, 3JCP = 8.9 Hz), 128.7 (p-PPh3), 133.7 (p-Pyridin), 133.9 (d, o-PPh3, 2JCP =
9.5 Hz), 135.0 (d, i-PPh3, 1JCP = 38.2 Hz), 139.9 (C5’), 141.1 (C5), 153.9 (d, C3’, 3JCP = 2.8
Hz), 154.6 (o-Pyridin), 155.5 (o’-Pyridin), 157.7 (C3), 168.4 (CO2–), 178.0 (OAc-CO2–) ppm.
–
13
C-NMR (CDCl3, 100.5 MHz): δ = 11.2 (C5’-CH3), 11.5 (C3’-CH3), 11.5 (C5-CH3), 14.2
(C3-CH3), 24.8 (OAc-CH3), 69.2 (CH), 107.9 (d, C4’, 4JCP = 2.8 Hz), 108.1 (C4), 122.6
(m’-Pyridin), 123.2 (m-Pyridin), 127.4 (d, m-PPh3, 3JCP = 8.8 Hz), 128.7 (p-PPh3), 133.7
(p-Pyridin), 133.9 (br, o-PPh3), 134.9 (d, i-PPh3, 1JCP = 38.3 Hz), 139.9 (C5’), 141.1 (C5),
153.9 (d, C3’, 3JCP = 2.8 Hz), 154.4 (o-Pyridin), 155.4 (o’-Pyridin), 157.7 (C3), 168.4 (CO2–),
178.1 (OAc-CO –) ppm. – 31P-NMR (CDCl , 161.8 MHz): δ = 49.7 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν =
2
3
2
2
1659 vs (CO2–), 1619 s, 1567 w (C=N), 1482 m, 1464 vw, 1448 w, 1434 m, 1420 vw cm–1. –
IR (KBr): ~ν = 1667 vs (CO –), 1631 vs, 1565 w (C=N), 1481 m, 1465 vw, 1444 vw, 1434 w,
2
1420 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 57.60 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 237.0
(20903), 268.0 (5568), 274.0 (5707), 311.0 (6841), 368.0 (6444). – FAB-MS (NBOHMatrix): m/z (%) = 749 (29) [M+], 689 (88) [M+ – OAc], 670 (100) [M+ – Pyridin], 611 (41)
[M+ – OAc – Pyridin], 565 (29) [M+ – HOAc – CO2 – Pyridin – H] , 363 (71) [M+ – OAc –
Pyridin – bdmpza]. – CHN-Analyse C37H38N5O4PRu (748.78): berechnet C 59.35, H 5.12,
N-9.35; gefunden C 58.53, H 5.13, N 9.11. – Schmelzpunkt 200°C (Zersetzung).
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
213
Synthese von Benzoato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-pyridin-triphenylphosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(Pyridin)] (48)
Me
Me
5
N
4
N
3
Me
N
O
ON
Ph
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
N
O
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23) (0.261 g, 0.357 mmol) und Pyridin (0.270 g, 3.41 mmol)
werden in CH2Cl2 (15 mL) 3 Tage nach Vorschrift G umgesetzt. Man erhält 48 als gelbes
Produkt.
Ausbeute 0.265 g (0.327 mmol, 92%). – 1H-NMR (CDCl3, 600 MHz): δ = 1.16 (s, 3H,
C3’-CH3), 1.53 (s, 3H, C3-CH3), 2.52 (s, 3H, C5’-CH3), 2.60 (s, 3H, C5’-CH3), 5.75 (s, 1H,
Hpz), 5.80 (s, 1H, Hpz’), 6.59 (s, 1H, CH), 6.91 (br, 2H, m-Pyridin), 7.10–7.50 (m, 20H, Ph
und PPh3), 7.98 (t, 1H, p-Pyridin), 8.05 (br, 1H, o-Pyridin), 9.12 (br, 1H, o’-Pyridin) ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 150.9 MHz): δ = 11.2 (C5-CH3), 11.5 (C3’-CH3), 11.6 (C5’-CH3), 14.4
(C3-CH3), 69.3 (CH), 107.9 (C4’), 108.1 (C4), 122.7, 123.4 (m und m’-Pyridin), 127.3 (m-Ph),
127.5 (d, m-PPh3, 3JCP = 7.8 Hz), 128.7 (o-Ph), 128.8 (p-PPh3), 129.1 (p-Ph), 133.9 (br,
p-Pyridin und o-PPh3), 135.0 (d, i-PPh3, 1JCP = 38.3 Hz), 137.1 (i-Ph), 139.7 (C5’), 140.9 (C5),
153.8 (C3’), 154.8 (o-Pyridin), 155.5 (o’-Pyridin), 157.6 (C3), 168.5 (CO2–), 171.1 (Ph-CO2–)
ppm. – 31P-NMR (CDCl , 161.8 MHz): δ = 50.5 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1659 vs (CO –),
3
2
2
2
1636 w, 1626 w, 1618 w, 1575 m (C=N), 1568 w, 1482 m, 1464 vw, 1447 w, 1434 w, 1420
vw cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1662 vs (CO –), 1641 vs, 1630 vs, 1623 s, 1573 m (C=N), 1561 m,
2
1483 s, 1465 w, 1450 w, 1444 vw, 1437 vw, 1433 w, 1419 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm,
c = 47.68 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 235.0 (22618), 268.0 (6251), 274.0 (6225), 315.0
(7517), 361.0 (6365). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 810 (9) [M+], 731 (100) [M+ –
Pyridin], 690 (31) [M+ – O2Ph], 611 (17) [M+ – O2CPh – Pyridin], 549 (60) [M+ – PPh3], 363
214
5. Experimenteller Teil
(34) [M+ – O2CPh – Pyridin – bdmpza]. – CHN-Analyse C42H40N5O4PRu (810.85):
berechnet C 62.21, H 4.97, N 8.64; gefunden C 61.69, H 5.20, N 8.57. – Schmelzpunkt
220°C (Zersetzung).
Synthese von Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-pyruvato-pyridin-triphenylphosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)(Pyridin)] (49)
Me
Me
5
N
4
N
3
Me
O
N
O
ON
Me
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
N
O
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) (0.267g, 0.383 mmol) und Pyridin (0.311 g,
3.93 mmol) in CH2Cl2 (15 mL) ergeben nach Vorschrift G in 3 Tagen bei Raumtemperatur
das orangegelbe Produkt 49.
Ausbeute 0.245g (0.315 mmol, 82%). – 1H-NMR (CDCl3, 250 MHz): δ = 1.26, 1.47 (s, 3H,
C3 und C3’-CH3), 2.18 (s, 3H, C(O)-CH3), 2.49, 2.53 (s, 3H, C5 oder C5’-CH3), 5.80, 5.85 (s,
1H, Hpz und Hpz’), 6.55 (s, 1H, CH), 6.84 (m, 2H, m- und m’-Pyridin), 7.05–7.30 (m, 15H,
PPh3), 7.38 (t, 1H, p-Pyridin), 8.05, 8.93 (d, 1H, o- und o’-Pyridin) ppm. – 13C-NMR (CDCl3,
100.5 MHz): δ = 11.2, 11.5, 11.5, 14.1 (C3-CH3, C3’-CH3, C5-CH3 und C5’-CH3), 26.6
(C(O)-CH3), 69.3 (CH), 108.1, 108.2 (C4 oder C4’), 123.0, 123.4 (m- und m’-Pyridin), 127.6
(d, m-PPh3, 3JCP = 9.0 Hz), 128.8 (p-PPh3), 133.9 (d, o-PPh3, 2JCP = 10.2 Hz), 134.0
(p-Pyridin), 134.6 (d, i-PPh3, 1JCP = 38.9 Hz), 140.1, 141.4 (C5 und C5’), 154.0 (C3 oder C3’),
154.4, 155.5 (o und o’-Pyridin), 157.7 (C3 oder C3’), 168.4 (CO2–), 171.1 (C(O)-CO2–), 197.6
(C=O) ppm. – 31P-NMR (CDCl , 161.8 MHz): δ = 49.7 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1707 m,
3
2
2
1662 vs (CO2–), 1640 s, 1565 w (C=N), 1483 m, 1464 vw, 1448 w, 1434 m, 1421 w cm–1. –
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
215
IR (KBr): ~ν = 1706 m, 1668 vs (CO2–), 1637 s, 1561 m (C=N), 1482 m, 1465 vw, 1446 w,
1436 w, 1420 w cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 40.72 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) =
236.0 (23107), 307.0 (7212), 361.0 (6435), 275.0 (6067). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z
(%) = 776 (38) [M+], 689 (50) [M+ – O2CC(O)CH3], 611 (56) [M+ – O2CC(O)CH3 – Pyridin],
515 (25) [M+ – PPh3], 363 (100) [M+ – O2CC(O)CH3 – Pyridin – bdmpza]. – CHN-Analyse
C38H35N5O5PRu (776.79): berechnet C 58.76, H 4.93, N 9.02; gefunden C 58.42, H 5.20,
N 8.76. – Schmelzpunkt 175°C (Zersetzung).
Synthese
von
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-2-oxobutyrato-pyridin-
triphenylphosphan-ruthenium(II) –
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)(Pyridin)] (50)
Me
5
Me
N
4
N
3
Me
O
N
O
ON
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
N
O
Me
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)] (25) (0.269 g, 0.378 mmol) und Pyridin (0.302 g,
3.82 mmol) werden in CH2Cl2 (15 mL) 3 Tage bei Raumtemperatur nach Vorschrift G
umgesetzt. Man erhält das Produkt 50 als orangegelbes Pulver.
Ausbeute 0.209 g (0.264 mmol, 70%). – 1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): δ = 1.02 (t, 3H,
CH2-CH3, 3JHH = 7.3 Hz), 1.26 (s, 3H, C3’-CH3), 1.48 (s, 3H, C3-CH3), 2.48 (s, 3H, C5’-CH3),
2.52 (s, 3H, C5-CH3), 2.58 (q, 2H, CH2, 3JHH = 7.3 Hz), 5.80 (s, 1H, Hpz), 5.85 (s, 1H, Hpz’),
6.55 (s, 1H, CH), 6.83 (m, 2H, m-und m’-Pyridin), 7.05–7.30 (m, 15H, PPh3), 7.36 (t, 1H,
p-Pyridin), 8.05 (d, 1H, o-Pyridin), 8.96 (d, 1H, o’-Pyridin) ppm. – 13C-NMR (CDCl3, 100.5
MHz): δ = 7.45 (CH2-CH3), 11.2 (C5’-CH3), 11.5 (C5-CH3), 11.6 (C3’-CH3), 14.1 (C3-CH3),
216
5. Experimenteller Teil
32.0 (CH2), 69.2 (CH), 108.0 (d, C4’, 4JCP = 2.8 Hz), 108.2 (C4), 123.0, 123.3 (m- und
m’-Pyridin), 127.5 (d, m-PPh3, 3JCP = 9.0 Hz), 128.8 (p-PPh3), 134.0 (p-Pyridin), 133.9 (d,
o-PPh3, 2JCP = 8.8 Hz), 134.6 (d, i-PPh3, 1JCP = 39.1 Hz), 140.1 (C5’), 141.4 (C5), 153.9 (d, C3’,
3
JCP = 2.4 Hz), 154.3 (o-Pyridin), 155.5 (o’-Pyridin), 157.7 (C3), 168.4 (CO2–), 171.6
(C(O)-CO2–), 200.3 (C=O) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz): δ = 49.8 ppm. – IR
(CH2Cl2): ~ν = 1711 w, 1661 vs (CO2–), 1640 s, 1565 w (C=N), 1483 m, 1463 vw, 1448 w,
1434 m, 1420 vw cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1709 m, 1664 vs (CO –), 1639 vs, 1565 m (C=N),
2
–1
1482 m, 1464 vw, 1448 w, 1437 w, 1433 w, 1420 vw cm . – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c =
51.60 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 236.0 (21821), 268.0 (5882), 275.0 (6108), 307.0
(7047), 362.0 (6321). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 791 (33) [M+], 711 (14) [M+ –
Pyridin], 689 (100) [M+ – O2CC(O)CH2CH3], 611 (43) [M+ – O2CC(O)CH2CH3 – Pyridin],
529 (14) [M+ – PPh3] , 363 (48) [M+ – O2CC(O)CH2CH3 – Pyridin – bdmpza]. – CHNAnalyse C39H40N5O5PRu (790.82): berechnet C 59.23, H 5.10, N 8.86; gefunden C 58.62,
H 5.31, N 8.75. – Schmelzpunkt 210°C (Zersetzung).
Synthese von Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-phenylglyoxylato-pyridin-triphenylphosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(Pyridin)] (51)
Me
Me
5
N
4
N
3
Me
O
N
O
ON
Ph
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
N
O
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) (0.300 g, 0.395 mmol) und Pyridin (0.314 g,
3.97 mmol) in CH2Cl2 (15 mL) ergeben nach 3 Tagen nach Vorschrift G das orangegelbe
Produkt 51.
5.4 Weiterführende Reaktionen mit Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexen
217
Ausbeute 0.224 g (0.267 mmol, 68%). – 1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): δ = 1.40 (s, 3H,
C3’-CH3), 1.63 (s, 3H, C3-CH3), 2.51 (s, 3H, C5’-CH3), 2.55 (s, 3H, C5-CH3), 5.84 (s, 1H, Hpz),
5.90 (s, 1H, Hpz’), 6.57 (s, 1H, CH), 6.82 (m, 1H, m’-Pyridin), 6.86 (m, 1H, m-Pyridin), 7.04
(m, 6H, m-PPh3), 7.10 (m, 3H, p-PPh3), 7.20 (m, 6H, o-PPh3), 7.34 (m, 2H, m-Ph), 7.37 (m,
1H, p-Pyridin), 7.50 (m, 1H, p-Ph), 8.02 (m, 2H, o-Ph), 8.05 (d, 1H, o-Pyridin), 8.90 (d, 1H,
o’-Pyridin) ppm. – 13C-NMR (CDCl3, 100.5 MHz): δ = 11.2 (C5’-CH3), 11.6 (C5-CH3), 12.0
(C3-CH3), 14.6 (C3’-CH3), 69.2 (CH), 108.2 (d, C4’, 4JCP = 2.7 Hz), 108.3 (C4), 123.0
(m’-Pyridin), 123.4 (m-Pyridin), 127.5 (d, m-PPh3, 3JCP = 8.9 Hz), 128.1 (p-Ph), 128.8
(p-PPh3), 130.0 (o-Ph), 132.7 (i-Ph), 133.9 (d, o-PPh3, 2JCP = 9.1 Hz), 134.1 (p-Pyridin), 134.4
(p-Ph), 134.5 (d, i-PPh3, 1JCP = 39.1 Hz), 140.2 (C5’), 141.5 (C5), 154.3 (C3’), 154.3
(o-Pyridin), 155.6 (o’-Pyridin), 157.8 (C3), 168.4 (CO2–), 172.5 (C(O)-CO2–), 190.4 (C=O)
ppm. – 31P-NMR (CDCl , 161.8 MHz): δ = 49.8 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1662 vs (CO –),
3
2
2
2
1634 s, 1597 vw, 1565 w (C=N), 1483 m, 1463 vw, 1448 w, 1434 w, 1421 vw cm–1. – IR
(KBr): ~ν = 1665 vs (CO2–), 1640 vs, 1598 vw, 1564 m (C=N), 1482 m, 1464 vw, 1447 w,
1436 vw, 1433 w, 1420 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c = 46.76 mgL–1): λmax/nm
(ε/M–1cm–1) = 236.0 (27835), 362.0 (5815). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 839 (26)
[M+], 759 (26) [M+ – Pyridin], 690 (54) [M+ – O2CC(O)Ph], 611 (100) [M+ – O2CC(O)Ph –
Pyridin], 567 (43) [M+ – PPh3] , 363 (71) [M+ – O2CC(O)Ph – Pyridin – bdmpza]. – CHNAnalyse C43H40N5O5PRu (838.86): berechnet C 61.57, H 4.81, N 8.35; gefunden C 61.37,
H 4.89, N 8.40. – Schmelzpunkt 205°C (Zersetzung).
218
5. Experimenteller Teil
5.5 Synthese von Ruthenium-Komplexen mit Enzym-Inhibitoren
Synthese
von
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-N-oxalyloglycin-triphenyl-
phosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)N(H)CH2CO2H)] (52)
Me
5
4
3
Me
N
N
Me
N
O
ON
HO2C
N
H
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
O
O
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) (0.303 g, 0.452 mmol) und N-Oxalylglycin (0.075 g,
0.510 mmol) werden in CH2Cl2 (10 mL) 5 h bei Raumtemperatur gerührt. Der entstandene
Feststoff wird filtriert und mit wenig CH2Cl2 gewaschen. Nach Trocknen im Vakuum erhält
man das orangefarbene Produkt 52.
Ausbeute 0.256 g (0.338 mmol, 75%). – 1H-NMR (d6-DMSO, 250 MHz): δ = 1.70 (s, 3H,
C3-CH3), 2.00 (s, 3H, C3’-CH3), 2.49 (s, 6H, C5,5’-CH3), 3.53 (dd, 1H, CH2-NH, JAB = 17.0
Hz, 3JHH = 5.9 Hz), 3.68 (dd, 1H, CH2-CO2H, JAB = 17.0 Hz, 3JHH = 5.9 Hz), 5.93 (s, 1H, Hpz),
6.24 (s, 1H, Hpz’), 6.48 (s, 1H, CH), 7.10 (m, 6H, o-PPh3), 7.28 (t, 6H, m-PPh3), 7.39 (t, 3H,
p-PPh3), 9.26 (t, 1H, NH, 3JHH = 5.9 Hz) ppm. – 13C-NMR (d6-DMSO, 100.5 MHz): δ = 11.2
(C5’-CH3), 11.7 (C5-CH3), 13.0 (C3’-CH3), 14.0 (C3-CH3), 41.9 (CH2-NH), 69.2 (CH), 109.1
(C4), 109.4 (C4’), 128.6 (d, m-PPh3, 3JCP = 8.7 Hz), 130.0 (p-PPh3), 134.0 (br, o-PPh3), n.d.
(i-PPh3), 142.4 (C5’), 144.5 (C5), 153.9 (C3’), 158.1 (C3), 162.9 (C(O)-CO2–), 167.9 (CO2–),
168.5 (C=O), 170.0 (CO2H) ppm. – 31P-NMR (d6-DMSO, 161.8 MHz): δ = 59.2 ppm. – IR
(KBr): ~ν = 1735 w br, 1669 s (CO2–), 1624 vs (CO2–), 1561 w (C=N), 1483 w, 1461 vw,
1434 m, 1417 vw cm–1. – UV (DMF, d = 1 cm, c = 61.08 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) =
274.0 (4867), 311.0 (7175). – FAB-MS (NBOH-Matrix): m/z (%) = 758 (100) [MH+], 613
5.5 Synthese von Ruthenium-Komplexen mit Enzym-Inhibitoren
219
(23) [M+ – HO2CC(O)NHCH2CO2H], 566 (12) [M+ – HO2CC(O)NHCH2CO2H – CO2]. –
CHN-Analyse C34H34N5O7PRu × ½ CH2Cl2 (757.12 + ½ 84.93): berechnet C 51.85, H 4.41,
N 8.76; gefunden C 51.60, H 4.54, N 9.14. – Schmelzpunkt 260°C (Zersetzung).
Synthese
von
2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxylat-cyclohex-2-enon-bis(3,5-di-
methylpyrazol-1-yl)acetato-triphenylphosphan-ruthenium(II) –
[(bdmpza)Ru(PPh3)(Triketon)] (53)
Me
5
4
3
Me
Me
N
N
N
O
Me
ON
Cl
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5
5'
O
O
4
3
Me
Me
N
N
N
O
ON
4'
3'
Me
Ru
Ph3P O
5'
O
O Cl
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.304 g, 0.335 mmol) und Thallium-2-(o-Chlorobenzoyl)3-hydroxylat-cyclohex-2-enon (11) (0.184 g, 0.405 mmol) werden in CH2Cl2 (20 mL) gelöst.
Man rührt 60 h, filtriert mit CH2Cl2 über Kieselgur und entfernt das Lösungsmittel im
Vakuum. Nach Umfällen aus CH2Cl2/Pentan erhält man das Produkt 53 als ockerfarbenes
Pulver im 1:1 Gemisch zweier Isomere.
Ausbeute 0.248 g (0.288 mmol, 86%). – Zwei Isomere: 1H-NMR (CDCl3, 600 MHz): δ =
1.05, 1.83, 2.35 (m, CH2), 1.72, 1.91, 2.15, 2.24 (s, 3H, C3-CH3), 2.44, 2.47, 2.49, 2.54 (s, 3H,
C5-CH3), 5.74, 5.95, 5.99, 6.02 (s, 1H, Hpz), 6.53, 6.53 (s, 1H, CH), 6.85–7.65 (m, 19H, HAryl
und PPh3) ppm. – 13C-NMR (CDCl3, 150.9 MHz): δ = 11.1, 11.2, 11.4, 11.5 (C5-CH3), 13.6,
13.7, 13.7, 14.0 (C3-CH3), 18.7, 19.0, 36.9, 37.5 (CH2), 69.3, 69,5 (CH), 108.4, 108.6, 108.7,
108.7 (C4), 119.3, 120.8 (Cquartär), n.z. (CAryl und PPh3), 140.7, 141.3 (CAryl), 140.8, 140.9,
142.3, 142.6 (C5), 154.4, 157.0, 157.4, 157.4 (C3’), 167.2, 167.6 (CO2–), 186.5, 189.4
220
5. Experimenteller Teil
(C=OBrücke), 194.3, 195.1, 195.8, 197.5 (C=OCyclohexan) ppm. – 31P-NMR (CDCl3, 161.8 MHz):
δ = 55.1, 55.2 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1662 vs (CO –), 1653 sh, 1590 vw, 1558 s, 1539 vs,
2
2
2
1482 w, 1463 vw, 1435 m, 1419 vw 1411 vw cm . – IR (KBr): ~ν = 1653 vs (CO2–), 1588
–1
vw, 1558 s, 1539 vs, 1481 w, 1465 vw, 1434 m, 1420 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm, c =
39.80 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 250.0 (15789), 291.0 (13018). – FAB-MS (NBOHMatrix): m/z (%) = 860 (76) [M+], 613 (45) [M+ – bdmpza], 611 (35) [M+ – Triketon], 363
(100) [M+ – Triketon – Hbdmpza]. – CHN-Analyse C43H40ClN4O5PRu (860.31): berechnet
C 60.03, H 4.69, N 6.51; gefunden C 59.72, H 5.08, N 5.96. – Schmelzpunkt 160°C
(Zersetzung).
Synthese
von
Acetylsalicylato-bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-triphenyl-
phosphan-ruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(ASA)] (54)
Me
5
4
3
Me
N
N
Me
5'
N
O
4'
ON
3'
Me
Ru
Ph3P O
f
a
e
d
O
b
O
O
c
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.302 g, 0.332 mmol) und Thalliumacetylsalicylat (10)
(0.154 g, 0.402 mmol) werden in CH2Cl2 (20 mL) gelöst. Man rührt 60 h, filtriert mit CH2Cl2
über Kieselgur und entfernt das Lösungsmittel im Vakuum. Nach Umfällen aus
CH2Cl2/Pentan erhält man das Produkt 54 als gelblichgrünes Pulver.
Ausbeute 0.218 g (0.276 mmol, 83%). – 1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): δ = 1.84 (s, 3H,
C3-CH3), 2.22 (s, 3H, OAc), 2.24 (s, 3H, C3’-CH3), 2.45 (s, 3H, C5-CH3), 2.50 (s, 3H,
5.5 Synthese von Ruthenium-Komplexen mit Enzym-Inhibitoren
221
C5’-CH3), 5.72 (s, 1H, Hpz), 6.05 (s, 1H, Hpz’), 6.38 (s, 1H, CH), 6.78 (vd, 1H, Salicylc), 6.98
(vt, 1H, Salicyle), 7.05–7.70 (m, 15H, PPh3), 7.25 (m, 1H, Salicyld), 7.47 (m, 1H, Salicylf)
ppm. –
13
C-NMR (CDCl3, 100.5 MHz): δ = 11.2 (C5’-CH3), 11.5 (C5-CH3), 12.5 (C3’-CH3),
14.6 (C3-CH3), 21.2 (OAc), 68.8 (CH), 108.1 (C4), 109.2 (C4’), 123.0 (Salicyl-Cc), 124.1
(Salicyl-Ca), 125.3 (Salicyl-Ce), 127.7 (d, m-PPh3, 3JCP = 9.3 Hz), 129.0 (p-PPh3), 130.7
(Salicyl-Cf), 132.1 (Salicyl-Cd), 134.2 (breit, o-PPh3), n.d. (i-PPh3), 149.5 (Salicyl-Cb), 140.8
(C5), 142.3 (C5’), 155.8 (C3’), 158.2 (C3), 168.3 (CO2–), 169.6 (Me-CO2), 180.8 (Ph-CO2–)
ppm. – 31P-NMR (CDCl , 161.8 MHz): δ = 59.8 ppm. – IR (CH Cl ): ~ν = 1768 w, 1756 w,
3
2
2
1662 vs (CO2–), 1606 vw, 1587 vw, 1564 w (C=N), 1509 w, 1482 m, 1464 w, 1447 vw, 1435
m, 1419 m cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1768 m, 1757 w, 1672 vs (CO –), 1653 sh, 1607 w, 1586
2
w, 1561 m (C=N), 1512 m, 1482 m, 1460 w, 1448 vw, 1434 m, 1418 m cm–1. – UV (CH2Cl2,
d = 1 cm, c = 50.88 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 250.0 (10216), 304.0 (8115). – FAB-MS
(NBOH-Matrix): m/z (%) = 789 (100) [M+], 611 (35) [M+ – Acetylsalicylat], 566 (53) [M+ –
Acetylsalicylat – CO2], 363 (48) [M+ – Acetylsalicylat – Hbdmpza]. – CHN-Analyse
C39H37N4O6PRu (789.79): berechnet C 59.31, H 4.72, N 7.09; gefunden C 59.69, H 4.72,
N 7.31. – Schmelzpunkt 155°C (Zersetzung).
Synthese von Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)acetato-salicylato-triphenylphosphanruthenium(II) – [(bdmpza)Ru(PPh3)(SA)] (55)
Me
5
4
3
Me
Me
Me
N
N
O
4'
ON
Ph3P O
3'
Me
Ru
5
5'
N
Me
N
4
N
3
Me
O
OH
3'
Me
Ru
O
4'
ON
Ph3P O
O
5'
N
O
H
222
5. Experimenteller Teil
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) (0.300 g, 0.330 mmol) und Thalliumsalicylat (8) (0.136 g,
0.398 mmol) werden in CH2Cl2 (20 mL) gelöst. Man rührt 60 h, filtriert mit CH2Cl2 über
Kieselgur und entfernt das Lösungsmittel im Vakuum. Nach Umfällen aus CH2Cl2/Pentan
erhält man das Produkt 55 als gelblichgrünes Pulver.
Ausbeute 0.242 g (0.323 mmol, 98%). – 1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): δ = 1.36, 1.84, 2.22,
2.46, 2.50, 2.53 (CH3), 5.50, 5.75, 6.08 (Hpz), 6.39, 6.65 (CH), 6.55–6.75 (Salicyl), 6.94
(Salicyl), 7.05–7.55 (PPh3), 7.60–7.70 (Salicyl) ppm. – 13C-NMR (CDCl3, 100.5 MHz): δ =
11.1, 11.5, 11.6, 12.7, 14.6, 15.1 (CH3), 68.8, 69.3 (CH), 108.3, 108.4, 109.4 (C4), 115.0,
116.0, 116.3, 116.8, 118.0, 118.2 (Salicyl), 129.2, 131.2, 132.1, 133.6 (Salicyl), 127.8, 128.4,
134.2, n.d. (PPh3), 140.9, 141.1, 142.7 (C5), 155.5, 156.7, 159.3 (C3), 160.8 (Salicyl-C-OH),
168.2, 168.3 (CO2–), 177.2 (Salicyl-η1-CO2–), 184.5 (Salicyl-η2-CO2–) ppm. – 31P-NMR
(CDCl3, 161.8 MHz): δ = 50.4, 52.0 ppm. – IR (CH2Cl2): ~ν = 1664 vs (CO2–), 1623 vw,
1596 vw, 1588 vw, 1564 w (C=N), 1484 m, 1465 w, 1457 vw, 1448 vw, 1435 m, 1417 vw
cm–1. – IR (KBr): ~ν = 1667 vs (CO2–), 1654 sh, 1628 vw, 1596 vw, 1586 vw, 1565 m (C=N),
1482 s, 1465 w, 1457 vw, 1449 vw, 1437 m, 1434 m, 1419 vw cm–1. – UV (CH2Cl2, d = 1 cm,
c = 46.76 mgL–1): λmax/nm (ε/M–1cm–1) = 250.0 (11336), 302.0 (9391). – FAB-MS (NBOHMatrix): m/z (%) = 747 (100) [M+], 611 (245) [M+ – Salicylat], 566 (43) [M+ – Salicylat –
CO2], 363 (47) [M+ – Salicylat – Hbdmpza]. – Schmelzpunkt 155°C (Zersetzung).
5.6 Versuche zur Oxidations-Katalyse
223
5.6 Versuche zur Oxidations-Katalyse
5.6.1 Oxidation von Diphenylsulfid
Das Substrat Diphenylsulfid Ph2S (140 mg, 0.750 mmol), Octadecan (127 mg, 0.500 mmol)
als interner Standard und das Oxidationsmittel H2O2 (30%, 0.20 mL, 1.94 mmol) bzw.
Iodosobenzol (PhIO) (165 mg, 0.750 mmol) werden in CH2Cl2 (5 mL) mit jeweils 10 mol%
Katalysator versetzt [22 (50.2 mg, 0.075 mmol), 24 (52.3 mg, 0.075 mmol), 26 (57.0 mg,
0.075 mmol)] und bei Raumtemperatur gerührt. Nach 3 h fällt man den Katalysator mit Et2O
(20 mL) aus und entnimmt eine Probe für das GC.
OxidationsTurnover
Umsatz (%)
mittel
Number
Kein / Kein / Kein
H2O2
-/-/-/-/Kein / Kein / Kein
PhIO
-/-/-/-/*
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (21)
H2O2
22.7
2.27
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) *
H2O2
23.8
2.38
*
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
H2O2
66.8
6.68
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) **
PhIO
67.3
6.73
**
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
PhIO
71.6
7.16
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) **
PhIO
87.1
8.71
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
H2O2
7.4
0.74
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
H2O2
9.0
0.90
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) *
H2O2
48.6
4.86
**
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
PhIO
49.3
4.93
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) **
PhIO
52.5
5.25
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) **
PhIO
53.2
5.32
**
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
H2O2
96.5
9.65
***
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
H2O2
97.3
9.73
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) ***
H2O2
97.9
9.79
**
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
PhIO
66.4
6.64
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) **
PhIO
71.0
7.10
**
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
PhIO
72.0
7.20
Doppelt oxidiertes Produkt Ph2SO2: * < 5%, ** < 15%, *** 27 – 35% (bezogen auf Ph2S)
Katalysator (10 mol%)
Tab. 27: Ergebnisse der Oxidationskatalyseversuche von Diphenylsulfid
224
5. Experimenteller Teil
5.6.2 Oxidation von Cyclohexen
Oxidation mit H2O2 und Iodosobenzol
Cyclohexen (41.0 mg, 0.500 mmol) als Substrat, der interne Standard Decan (71.0 mg,
0.500 mmol) und H2O2 (30%, 0.13 mL, 1.26 mmol) bzw. Iodosobenzol (PhIO) (110 mg,
0.500 mmol) und 10 mol% Katalysator [21 (45.4 mg, 0.050 mmol), 22 (33.5 mg,
0.050 mmol), 24 (34.9 mg, 0.050 mmol), 26 (38.0 mg, 0.050 mmol)] werden in CH2Cl2
(5 mL) gelöst. Man rührt bei Raumtemperatur, fällt nach 3 h den Katalysator mit Et2O
(20 mL) aus und entnimmt eine Probe für das GC.
Katalysator (10 mol%)
Kein / Kein / Kein
Kein / Kein / Kein
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
Oxidationsmittel
H2O2
PhIO
H2O2
H2O2
H2O2
PhIO
PhIO
PhIO
H2O2
H2O2
H2O2
H2O2
PhIO
PhIO
PhIO
PhIO
H2O2
H2O2
H2O2
PhIO
PhIO
PhIO
H2O2
H2O2
H2O2
PhIO
PhIO
PhIO
Umsatz (%)
-/-/-/-/38.7
43.4
44.3
1.2
2.1
4.0
4.7
35.3
43.8
45.7
50.9
0.2
0.2
16.8
26.7
29.4
13.0
16.2
19.7
22.4
24.2
25.6
Turnover
Number
-/-/-/-/3.87
4.34
4.43
0.12
0.21
0.40
0.47
3.53
4.38
4.57
5.09
0.02
0.02
1.68
2.67
2.94
1.20
1.62
1.97
2.24
2.42
2.56
Tab. 28: Ergebnisse der Oxidationskatalyseversuche von Cyclohexen
5.6 Versuche zur Oxidations-Katalyse
225
Experimentalreihe mit tBuOOH als Oxidationsmittel
Das Substrat Cyclohexen (41 mg, 0.500 mmol), der interne Standard Decan (71 mg,
0.500 mmol) und das Oxidationsmittel tBuOOH (80%, 7.989 mmol mL–1, 0.07 mL,
0.560 mmol) werden in CH2Cl2 (5 mL) gelöst und mit 10 mol% Katalysator versetzt [21
(45.4 mg, 0.050 mmol), 22 (33.5 mg, 0.050 mmol), 24 (34.9 mg, 0.050 mmol), 26 (38.0 mg,
0.050 mmol), 56 (36.3 mg, 0.050 mmol), 57 (37.5 mg, 0.050 mmol), 58 (42.0 mg,
0.050 mmol)]. Es wird 3 h bei Raumtemperatur gerührt. Der Katalysator wird mit Et2O
(20 mL) ausgefällt und man entnimmt eine Probe für das GC.
Katalysator (10 mol%)
Kein
Kein
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
[CpRu(PPh3)2Cl] (56)
[CpRu(PPh3)2(OAc)] (57)
[CpRu(PPh3)2(O2CC(O)Ph)] (58)
Oxidationsmittel
tBuOOH
tBuOOH
tBuOOH
tBuOOH
tBuOOH
tBuOOH
tBuOOH
tBuOOH
tBuOOH
tBuOOH
tBuOOH
tBuOOH
Epoxid
Umsatz
TON
(%)
0.2
0.02
2.1
0.21
1.9
0.19
3.7
0.37
3.2
0.32
6.7
0.67
7.5
0.75
-
Keton
Umsatz
TON
(%)
11.4
1.14
16.7
1.67
10.3
1.03
3.6
0.36
3.4
0.34
18.1
1.81
18.0
1.80
2.2
0.22
3.2
0.32
2.8
0.28
Tab. 29: Ergebnisse der Oxidationskatalyseversuche von Cyclohexen mit tBuOOH
226
5. Experimenteller Teil
5.7 Quantenmechanische Berechnungen
DFT-Rechnungen und Geometrie-Optimierungen wurden von Dipl. Chem. E. Hübner mit der
Software Jaguar 6.0012[390] unter Linux 2.4.18-14smp auf fünf mit MPICH 1.2.4 parallelisierten Athlon MP 2800+ Dual-Prozessor-Workstations (Beowulf-Cluster) durchgeführt.
Als Startgeometrien dienten, sofern vorhanden, Kristallstrukturen oder entsprechend modifizierte Kristallstrukturen. Die vollständige Geometrieoptimierung erfolgte mit dem implementierten BP86/LACVP* Basissatz (unter Verwendung von effektiven Kern-Potentialen (ECP)
nach Hay-Wadt für Ruthenium und des N31G6* Basissatzes für alle anderen Atome). Orbital
Plots wurden mit Maestro 7.0.113, dem grafischen Interface von Jaguar, erstellt.[390]
5.8 Röntgenstrukturanalysen
Zur Röntgenstrukturanalyse wurden die Einkristalle mittels Paratone N auf einem Glasfaden
montiert. Die Bestimmung der Elementarzelle sowie die Datensammlung erfolgte mit einem
Enraf-Nonius CAD4 MACH3 Diffraktometer und einem modifizierten Siemens P4-Diffraktometer, das mit einer Molybdänröhre und einem Graphitmonochromator ausgestattet war
(Mo-Kα-Strahlung, λ = 0.71073 Å). Die Strukturen wurden mit dem Programm SHELX-97
mit Patterson- oder Direkten Methoden gelöst und nach dem Full-Matrix-Least-SquaresVerfahren gegen F2 verfeinert.[391] Im letzten Schritt der Verfeinerung wurde ein Gewichtungsschema mit w = 1 / [σ2(F02) + (aP)2 + bP] und P = [2Fc2 + Max(F02,0)] / 3 angewendet.
Die Wasserstoffatome wurden in der Regel an berechneten Positionen eingefügt und in einem
Riding Model verfeinert.
Alle Details und Parameter der Messungen sind in Tab. 30 und Tab. 31 zusammengefasst. Die
Bilder der Molekülstrukturen und der aktiven Zentren der Enzyme wurden mit der Software
Diamond 2.1e und Diamond 3.0 erstellt.[392] Die Strukturdaten der Enzyme wurden der RCSB
Protein Data Bank (http://www.rcsb.org/pdb/)[393] entnommen und mit dem Programm SwissPdbViewer[394] bearbeitet.
Molekulargew. [g mol–1]
T [K]
Kristallsystem
Raumgruppe
a [Å]
b [Å]
c [Å]
α [°]
β [°]
γ [°]
V [Å3]
Z
Dc [g cm–3]
μ(Mo-Kα) [mm–1]
F(000)
Kristallgröße [mm]
Kristallfarbe und -form
θ [°]
h
k
l
Gemessene Reflexe
Unabhängige Reflexe
Beob. Reflexe [> 2σ(I)]
Restraints
Parameter
R1 (beobachtet)
R1 (gesamt)
wR2 (beobachtet)
wR2 (gesamt)
Restelektr.-dichte [e Å–3]
Summenformel
26
C38H35N4O5PRu × H2O ×
½ C2H4Cl2 × H3COH
859.27
188(2)
Triklin
P-1
11.814(10)
12.659(10)
14.785(14)
91.95(6)
99.54(6)
114.35(4)
1974(3)
2
1.446
0.559
886
0.6 × 0.5 × 0.4
Violetter Block
2.14 – 27.00
-14 – 14
-16 – 14
-18 – 18
9979
8513
6977
22
505
0.0431
0.0593
0.1037
0.1123
0.946 / -1.235
22×H2O
C32H35N4O5PRu ×
CH2Cl2
772.61
188(2)
Triklin
P-1
10.877(6)
12.253(6)
15.085(7)
92.67(2)
108.52(3)
113.55(3)
1712.5(15)
2
1.498
0.707
792
0.25 × 0.2 × 0.1
Oranger Block
2.11 – 26.00
-1 – 12
-13 – 13
-18 – 18
7680
6569
5298
7
421
0.0504
0.0679
0.1159
0.1257
1.133 / -1.190
C38H35N6O9PRu ×
CDCl3 × C4H10O
1046.28
188(2)
Triklin
P-1
9.276(5)
15.114(9)
19.085(13)
107.11(3)
97.61(4)
102.799(10)
2437(2)
2
1.423
0. 579
1070
0.4 × 0.3 × 0.2
Roter Block
2.14 – 27.00
-11 – 9
-17 – 18
-24 – 24
13120
10390
7591
654
694
0.0768
0.1053
0.2064
0.2321
0.978 / -1.783
30
C33H33BF4N5O6PRu
× CH2Cl2
899.42
188(2)
Triklin
P-1
9.516(4)
11.297(8)
18.399(8)
85.67(5)
86.36(4)
75.70(5)
1909.1(17)
2
1.565
0.663
912
0.3 × 0.2 × 0.1
Roter Block
2.11 – 27.00
-11 – 12
-14 – 14
-23 – 23
9776
7677
5681
0
487
0.0497
0.0819
0.1035
0.1197
0.746 / -0.706
34
C38H35N4O5PRu ×
2 CHCl3
998.48
188(2)
Monoklin
P21/c
11.809(7)
14.330(2)
26.428(8)
90
102.08(7)
90
4373(3)
4
1.517
0.809
2024
0.4 × 0.4 × 0.5
Gelber Block
2.10 – 27.01
-15 – 0
-18 – 0
-33 – 33
9994
9532
7359
0
523
0.0612
0.0821
0.1540
0.1693
1.447 / -2.574
39
5.8 Röntgenstrukturanalysen
Tab. 30: Mess- und Zelldaten von 22, 26, 30, 34 und 39
227
Molekulargew. [g mol–1]
T [K]
Kristallsystem
Raumgruppe
a [Å]
b [Å]
c [Å]
α [°]
β [°]
γ [°]
V [Å3]
Z
Dc [g cm–3]
μ(Mo-Kα) [mm–1]
F(000)
Kristallgröße [mm]
Kristallfarbe und -form
θ [°]
h
k
l
Gemessene Reflexe
Unabhängige Reflexe
Beob. Reflexe [> 2σ(I)]
Restraints
Parameter
R1 (beobachtet)
R1 (gesamt)
wR2 (beobachtet)
wR2 (gesamt)
Restelektr.-dichte [e Å–3]
Summenformel
C37H38N5O4PRu
C37H35N4O6PRuS ×
2 CH2Cl2
965.64
188(2)
Monoklin
P21/n
10.863(6)
14.380(8)
26.080(13)
90
90.07(5)
90
4074(4)
4
1.574
0.789
1968
0.3 × 0.25 × 0.2
Gelber Block
2.03 – 25.02
0 – 12
0 – 17
-31 – 31
7565
7160
4276
0
505
0.0628
0.1323
0.1127
0.1372
0.528 / -0.796
748.76
233(2)
Monoklin
P 21/c
11.046(3)
17.400(4)
17.876(4)
90
98.58(2)
90
3397.3(14)
4
1.464
0.557
1544
0.3 × 0.18 × 0.15
Gelbes Prisma
1.64 – 24.07
-12 – 12
-19 – 0
-20 – 20
10482
5374
3327
0
434
0.0371
0.1015
0.0726
0.0860
0.707 / -0.369
47
41
C39H40N5O5PRu ×
CH2Cl2
875.73
123(2)
Triklin
P-1
10.403(14)
14.176(10)
14.692(19)
87.39(10)
73.93(13)
74.72(9)
2008(4)
2
1.449
0.613
900
0.75 × 0.50 × 0.30
Gelber Block
2.04 – 26.98
0 – 13
-17 – 18
-18 – 18
9208
8732
6925
114
694
0.0469
0.0688
0.1076
0.1169
1.263 / -1.015
50
C34H34N5O7PRu ×
3 H3COH
852.83
188(2)
Triklin
P-1
11.412(7)
12.577(6)
14.113(8)
101.81(3)
97.86(6)
95.03(5)
1946.1(18)
2
1.455
0.663
912
0.5 × 0.4 × 0.3
Roter Block
2.16 – 26.01
0 – 14
-15 – 15
-17 – 17
8020
7613
5626
0
487
0.0546
0.0865
0.1185
0.1337
1.279 / - 0.700
52
1072.59
200(2)
Triklin
P-1
10.712(7)
12.981(5)
17.178(7)
81.42(2)
86.167(14)
84.553(18)
2348(2)
2
1.517
0.759
1094
0.48 × 0.28 × 0.13
Bernsteinfarbenes Plättchen
1.20 – 24.06
0 – 12
-14 – 14
-19 – 19
7859
7410
?
545
578
0.0654
0.1423
0.1539
0.1827
1.708 / -1.006
C43H40ClN4O5PRu
53
228
5. Experimenteller Teil
Tab. 31: Mess- und Zelldaten von 41, 47, 50, 52 und 53
229
6. Zusammenfassung
Im Rahmen dieser Dissertation konnten verschiedene Ruthenium-Modell-Komplexe für
Eisen(II)-haltige 2-Oxoglutarat-abhängige Enzyme mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade im
aktiven Zentrum erhalten werden. Einige dieser Modelle wurden auf ihre katalytische
Aktivität hin überprüft. Die hemilabil koordinierenden Carboxylato- und 2-OxocarboxylatoLiganden konnten durch Liganden wie NO, CO, SO2, Acetonitril und Pyridin verdrängt
werden. Außerdem konnten Ruthenium-Komplexe mit diversen Enzym-Inhibitoren synthetisiert werden.
Für die Synthese der Modell-Komplexe sind die Thallium-Salze der einzuführenden Liganden
notwendig. Eine neue Methode hierfür ist die Umsetzung der gewünschten Säure mit
Thalliumacetat und azeotroper Destillation der freiwerdenden Essigsäure (Abb. 139).
O
HO
R
O
+ TlOAc
- HOAc
Tl
O
R
R = Ph (5)
C(O)Ph (6)
C(O)CH2CH2CO2H (7)
Abb. 139: Darstellung von Thallium-Carboxylaten mit Thalliumacetat
Diese Umsetzung ist auf Säuren mit einem kleineren pKa-Wert und einem höheren Siedepunkt als Essigsäure beschränkt. Die Thallium-Carboxylate schwacher Säuren konnten mit
Thalliumcarbonat erhalten werden (Abb. 140).
2 R-OH +
Tl2CO3
- CO2
2 R-O
Tl
Abb. 140: Darstellung von Thalliumsalzen mit Thalliumcarbonat
230
6. Zusammenfassung
Auf diesen beiden Wegen konnten zahlreiche Thalliumsalze (5–18) von Säuren wie
Benzoesäure und Acetylsalicylsäure, 2-Oxo-Säuren wie 2-Oxoglutarsäure und anderen
Verbindungen mit aciden Protonen wie 2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxy-cyclohex-2-enon
erhalten werden.
Mit
diesen
Thallium-Carboxylaten
und
Thallium-2-Oxocarboxylaten
konnte
aus
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21) eine Reihe von Ruthenium-Carboxylato- 22–23 und Ruthenium2-Oxocarboxylato-Komplexen 26–27 synthetisiert werden (Abb. 141).
Me
Me
N
N
Me
Me
N
O
+ Tl[O2CR]
- TlCl, - PPh3
ON
Ru
Ph3P Cl
N
N
R = Me (4)
Ph (5)
Me
Me
Me
N
O
ON
Ph3P O
PPh3
21
Me
Ru
O
R
R = Me (22)
Ph (23)
+ Tl[O2CC(O)R]
- TlCl, - PPh3
+ HO2CC(O)R
- HO2CR
R = Ph (6)
CH2CH2CO2H (7)
Me
Me
N
N
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
R
O
O
R = Me (24)
Et (25)
Ph (26)
CH2CH2CO2H (27)
Abb. 141: Synthese der Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium(II)-Komplexe
6. Zusammenfassung
231
Ein zweiter Weg, um zu den 2-Oxocarboxylato-Komplexen 24–27 zu gelangen, ist die
Umsetzung von Carboxylato-Komplexen mit freien 2-Oxosäuren (Abb. 141). Diese Reaktion
entspricht der Regeneration von 2-Oxoglutarat-abhängigen Eisen(II)-Enzymen, bei denen
Succinat durch das Co-Substrat 2-Oxoglutarat verdrängt wird.
In den 2-Oxocarboxylato-Modell-Komplexen bindet der Oxocarboxylato-Ligand mit der
Carboxylat-Gruppe trans zu einer Pyrazolyl-Gruppe und der Keto-Gruppe trans zur
Bispyrazolylacetat-Carboxylat-Gruppe. Diese Anordnung ist somit identisch mit der
Koordination des Co-Substrates 2-Oxoglutarat im aktiven Zentrum von 2-Oxoglutaratabhängigen Enzymen. Dort bindet ebenfalls die Carboxylat-Gruppe trans zur HistidinImidazol-Gruppe und die Keto-Gruppe trans zur Asparagin- bzw. Glutaminsäure-CarboxylatGruppe (vgl. Abb. 142). Außerdem weisen die 2-Oxocarboxylato-Modell-Komplexe, wenn
auch eher zufällig, MLCT-Banden auf, wie sie auch bei 2-Oxoglutarat-abhängigen Eisen(II)Enzymen gefunden werden.
His
Asp/
Glu His
N
Fe
H2O O
-
O2C
ON
Ru
O
O
Ph3P O
R
O
O
Abb. 142: Koordination des 2-Oxocarboxylato-Liganden in 2-Oxoglutarat-abhängigen
Enzymen[4] und in 2-Oxocarboxylato-Modell-Komplexen
Bei diesen Ruthenium-Modell-Komplexen handelt es sich somit um strukturelle und teilfunktionelle Modelle für 2-Oxoglutarat-abhängige Eisen(II)-Oxygenasen.
Der Glycinato-Komplex 28 konnte ebenfalls über die Thalliumcarboxylat-Route synthetisiert
werden (siehe Abb. 143). Allerdings gelang wegen der Bildung zweier Isomere die Charakterisierung nicht vollständig. Das Isomer 28b ist ein strukturelles Modell für die 1-Aminocyclopropancarboxylat-Oxidase, bei der das 1-Aminocyclopropancarboxylat ebenfalls über
die Carboxylat- und die Amin-Gruppe an das Zentralmetall koordiniert.
232
6. Zusammenfassung
Me
Me
Me
N
N
N
N
Me
O
Me
N
ON
Me
Ru
Ph3P O
N
O
ON
Me
Me
Ru
Ph3P O
O
NH2
O
NH2
28
28
Abb. 143: Glycinato-Ruthenium-Modell-Komplex
Mit dem Thalliumsalz der Acrylsäure, einer wichtigen Ausgangsverbindung bei der Herstellung von Kunststoffen, wurde ein Acrylato-Ruthenium-Komplex 29 synthetisiert. Dieser liegt
in zwei Isomeren vor, zum einen mit κ2-gebundener 29a und zum anderen mit κ1-gebundener
Carboxylat-Gruppe in Kombination mit einer side-on Bindung an das Olefin 29b (Abb. 144).
Me
Me
N
N
Me
O
Me
N
N
ON
N
Me
Ru
Ph3P O
Me
O
Me
N
O
ON
Ru
Me
Ph3P O
O
29
29
Abb. 144: Acrylato-Ruthenium-Komplex
Bei dem Acetato-Komplex (22) wurde ein Wasser-Addukt [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(H2O)]
(22)×H2O beobachtet. Das lässt den Schluss zu, dass es sich bei den Carboxylato-Liganden
um hemilabile Liganden handelt. Daher wurde im Folgenden versucht, verschiedene weitere
Liganden an Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexe zu koordinieren.
6. Zusammenfassung
233
Stickstoffmonoxid ist in Lebewesen von Bedeutung (z.B. als Neurotransmitter und in der
Zellverteidigung, siehe Kapitel 2.3.2.4) und wird bei der Untersuchung von Enzymen als
Sauerstoffanalogon verwendet. Daher wurde [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) mit NO
begast. Hierbei entsteht ein kationischer Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]+
(30), wobei das Stickstoffmonoxid als Nitrosyl-Kation NO+ koordiniert (Abb. 145).
Me
Me
N
N
Me
Me
N
O
N
NO-Gas
ON
Me
Ru
Ph3P O
Ph
Me
O
N
N
O
Me
ON
26
Me
Ru
Ph3P O
O
O
+
N
O
O
Ph
30
Abb. 145: Reaktion des Phenylglyoxylato-Komplexes 26 mit NO-Gas
Dies wird sowohl durch die spektroskopischen Daten der NO-IR-Bande und der linearen
Ru-N-O-Bindung der Kristallstruktur als auch durch Umsetzung von 26 mit [NO]BF4
bestätigt. Alle Carboxylato- und 2-Oxocarboxylato-Komplexe 22–27 konnten mit [NO]BF4
zu den NO-Komplexen 32–37 umgesetzt werden (siehe Abb. 146).
Das NO bindet im Enzym trans zum Stickstoffatom einer Histidin-Imidazol-Gruppe. Im
Modell-Komplex koordiniert der NO-Ligand ebenfalls trans zum Stickstoff des Bispyrazolylacetato-Liganden, allerdings lagert der 2-Oxocarboxylato-Ligand von der κ2O1,O2- zu einer
κ1O1-Koordination um (siehe Abb. 147).
234
6. Zusammenfassung
Me
Me
N
N
Me
N
O
Me
ON
Ph3P O
NO[BF4]
Me
Ru
Me
N
N
O
Me
Me
R
N
R = Me (22)
Ph (23)
N
Me
Ph3P O
Me
Me
N
O
O
R = Me (32)
Ph (33)
C(O)Me (34)
C(O)Et (35)
C(O)Ph (36)
C(O)CH2CH2CO2H (37)
O
R = Me (24)
R
Et (25)
Ph (26)
CH2CH2CO2H (27)
ON
R
ON
Ru
O
Ph3P O
N
O
N
Ru
Me
BF4
O
Abb. 146: Synthese von NO-Komplexen mit [NO]BF4
His
Asp/
Glu His
N
Ru
Fe
O
O
N
O
Ph3P O
O
O
-
O2 C
ON
N
O
O
R
Abb. 147: Sauerstoffanaloges NO im Enzym[23] und im Modell-Komplex
Carboxylato-Ruthenium-Komplexe reagieren mit CO- und SO2-Gas zu den entsprechenden
Addukten 38, 39 und 40, 41 (Abb. 148). Mit 2-Oxocarboxylato-Komplexen findet jedoch
keine Reaktion statt. Das zeigt deutlich, dass κ2O1,O2-2-Oxocarboxylato-Liganden stärker an
das Zentralmetall koordinieren als die κ2O1,O1’-Carboxylato-Liganden. Umgekehrt findet
jedoch keine Reaktion von CO- bzw. SO2-Carboxylato-Komplexen mit freien 2-Oxosäuren
statt.
6. Zusammenfassung
235
Me
Me
N
N
Me
CO- oder
SO2-Gas
N
O
Me
ON
N
N
Me
Ru
Ph3P O
Me
N
O
Me
ON
Me
Ru
Ph3P O
O
L
R
R
R = Me (22)
Ph (23)
O
L = SO2
R = Me (40)
Ph (41)
L = CO
R = Me (38)
Ph (39)
Abb. 148: Bildung der CO- und SO2-Addukte
Die Röntgenstruktur von [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(SO2)] (41) zeigt eine Besonderheit. Die
Ausrichtung und der Abstand des nicht koordinierten Benzoat-Sauerstoffes zum Schwefel des
SO2-Liganden lässt die Vermutung zu, dass das SO2 leicht aktiviert wird. DFT-Rechnungen
zeigen, dass die entscheidenden HOMO- und LUMO-Orbitale miteinander wechselwirken
können und eine intramolekulare Lewis-Säure-Base-Wechselwirkung vorliegt.
Me
Me
N
N
Me
O
Me
N
N
ON
N
Me
Ru
Ph3P R
Me
Me
N
O
ON
Ph3P R
N
Me
Ru
N
C
Me
R = Cl
(42)
O2CMe (43)
O2CPh (44)
O2CC(O)Ph (45)
R = Cl
(46)
O2CMe (47)
O2CPh (48)
O2CC(O)Me (49)
O2CC(O)Et (50)
O2CC(O)Ph (51)
Abb. 149: Acetonitril- und Pyridin-Addukt-Komplexe
236
6. Zusammenfassung
Werden die Carboxylato- 22–23 und 2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexe 24–26 mit
koordinierenden Lösungsmitteln wie Acetonitril und Pyridin umgesetzt, dann bilden sich die
entsprechenden Lösungsmitteladdukte 42–45 bzw. 46–51 (siehe Abb. 149).
Die
2-Oxocarboxylato-Ruthenium-Komplexe
sind
gute
strukturelle
Modelle
für
2-Oxoglutarat-abhängige Enzyme. N-Oxalylglycin bildet die Koordination des 2-OxoglutaratCo-Substrates nach und ist ein Inhibitor für Enzyme wie Asparaginyl-, Prolin-, Prolyl- und
Lysyl-Hydroxylasen. Ausgehend von [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22) konnte durch
Umsetzung mit N-Oxalylglycin der Inhibitor-Ruthenium-Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)NHCH2CO2H)] (52) erhalten werden. In diesem Modell-Komplex koordiniert der
Inhibitor wie im HIF inhibierenden Enzym FIH (Abb. 150).
His
Asp His
N
ON
Fe
H2O O
-
N
H
O2C
Ru
Ph3P O
O
HO2C
O
O
N
H
O
Abb. 150: Koordination des N-Oxalylglycin-Inhibitors im aktiven Zentrum der HIF
inhibierenden FIH und im Ruthenium-Modell-Komplex
His
N
Glu His
Ru
Fe
O
ON
Ph3P O
O
CF3
OON
2
Cl
O
O
Abb. 151: Triketon-Inhibitoren im Enzym und im Ruthenium-Modell 53a
6. Zusammenfassung
237
Die 4-Hydroxyphenylpyruvat-Dioxygenase (4-HPPD) lässt sich mit Inhibitoren vom
Triketon-Typ inhibieren. Mit dem Thalliumsalz 11 des leicht zugänglichen 2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxy-cyclohex-2-enons (3) konnte ein Ruthenium-Modell-Komplex erhalten
werden (Abb. 151). In Lösung liegt der Komplex in zwei Isomeren vor. Im Kristall liegt nur
ein Isomer 53a vor, in welchem der Inhibitor jedoch anders als im Enzym koordiniert. Das
zweite Isomer 53b in Lösung besitzt vermutlich die gleiche Geometrie wie der EnzymInhibitor-Komplex.
Mit dem Enzym-Inhibitor Acetylsalicylsäure lässt sich ebenfalls ein Ruthenium-Komplex 54
erhalten. Das Acetylsalicylat koordiniert hierbei sehr wahrscheinlich als zweizähniger Ligand
über die Carboxylat-Gruppe (Abb. 152).
Me
Me
N
N
Me
N
O
ON
Me
Ru
Ph3P O
O
O
O
Abb. 152: Ruthenium-Komplex mit dem Enzym-Inhibitor Acetylsalicylsäure
Der Enzym-Inhibitor Salicylsäure konnte ebenfalls an Ruthenium koordiniert werden. Jedoch
bilden sich hier zwei Isomere (siehe Abb. 153). Aufgrund der spektroskopischen Daten und
mit Hilfe von DFT-Rechnungen handelt es sich bei den beiden Isomeren höchstwahrscheinlich zum einen um ein κ2 über die Carboxylat-Gruppe gebundenes Salicylat 55a. Im
zweiten Isomer 55b erfolgt die Bindung an das Ruthenium über eine κ1-gebundene
Carboxylat-Gruppe und eine zweite Koordination über das phenolische OH trans zu einer
Pyrazol-Gruppe des Bispyrazolylacetato-Liganden.
238
6. Zusammenfassung
Me
Me
N
N
Me
Me
Me
N
N
O
N
ON
Me
Ru
Ph3P O
N
O
Me
ON
O H
Ph3P O
O
Me
Ru
O
O
H
55b
55a
Abb. 153: Salicylato-Ruthenium-Komplex
Eine Koordination der Acetylsalicylsäure wie auch der Salicylsäure an eisenhaltige Enzyme
mit facialer 2-His-1-Carboxylat-Triade wäre demnach denkbar.
Vorversuche zur Oxidations-Katalyse mit Sauerstoff zeigten keine Ergebnisse. Daher wurden
für weitere Versuche Wasserstoffperoxid und Iodosobenzol (PhIO) als alternative Oxidationsmittel verwendet. [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22), [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
und [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) oxidieren Diphenylsulfid mit H2O2 und PhIO zu
Diphenylsulfoxid (vgl. Abb. 154) und teilweise zum doppelt oxidierten Produkt Diphenylsulfon.
Ph
S
Ph
H2O2 oder PhIO
[Ru]
O
Ph
S
O
Ph
+
Ph
S
Ph
O
[Ru] = 22, 24, 26
Abb. 154: Oxidation von Diphenylsulfid mit verschiedenen Ruthenium-Katalysatoren
Die Komplexe [(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22), [(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24) und
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26) sowie der Chloro-Komplex [(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl]
(21) zeigen katalytische Aktivität bei der Epoxidierung von Cyclohexen mit Iodosobenzol
6. Zusammenfassung
239
(siehe Abb. 155). Der Phenylglyoxylato-Komplex 26 epoxidiert Cyclohexen zudem auch mit
Wasserstoffperoxid.
H2O2 oder PhIO
[Ru]
O
[Ru] = 21, 22, 24, 26
Abb. 155: Katalysierte Oxidation von Cyclohexen zu Cyclohexenoxid
Erste Versuche mit tert-Butylhydroperoxid als Oxidationsmittel zeigten, dass bei einem
geringen Gesamtumsatz eine sehr kleine Menge Cyclohexenoxid und als Hauptprodukt
Cyclohex-2-en-1-on gebildet wird (siehe Abb. 156).
O
tBuOOH
O
[Ru]
+
?
[Ru] = 21, 22, 24, 26
Abb. 156: Oxidation von Cyclohexen mit tBuOOH
Bei den verwendeten Komplexen 21, 22, 24 und 26 handelt es sich sehr wahrscheinlich um
Prä-Katalysatoren. Die eigentlichen Katalysatoren entstehen vermutlich durch oxidativen
Verlust des Triphenylphosphan-Liganden und bei der aktiven Spezies könnte es sich um z.B.
[(bdmpza)Ru(O)(O2CR)] handeln.
241
Verbindungsverzeichnis
Organische Verbindungen
Bis(pyrazol-1-yl)essigsäure (Hbpza) (1)
Bis(3,5-dimethylpyrazol-1-yl)essigsäure (Hbdmpza) (2)
2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxy-cyclohex-2-enon (3)
Thalliumsalze
Thalliumacetat Tl[O2CCH3] (4)
Thalliumbenzoat Tl[O2CPh] (5)
Thalliumphenylglyoxylat Tl[O2CC(O)Ph] (6)
Thallium-2-oxoglutarat Tl[O2CC(O)CH2CH2CO2H] (7)
Thalliumsalicylat Tl[SA] (8)
Dithalliumsalicylat Tl2[SA] (9)
Thalliumacetylsalicylat Tl[ASA] (10)
Thallium-2-(o-Chlorobenzoyl)-3-hydroxylatcyclohex-2-enon Tl[Triketon] (11)
Thalliumphenylhydroxamat Tl[ON(H)C(O)Ph] (12)
Dithalliumsalicylhydroxamat Tl2[SHA] (13)
Thalliumglycinat Tl[O2CCH2NH2] (14)
Thalliumascorbat Tl[Asc] (15)
Thallium-4-hydroxyphenylacetat Tl[4HPA] (16)
Thalliumformiat Tl[O2CH] (17)
Thalliumacrylat Tl[O2CCH=CH2] (18)
Ruthenium-Vorstufen
[RuCl2(PPh3)3] (19)
[(bpza)Ru(PPh3)2Cl] (20)
[(bdmpza)Ru(PPh3)2Cl] (21)
242
Carboxylato-Ruthenium-Komplexe
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)] (22)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(OH2)] (22) × H2O
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)] (23)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)] (24)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)] (25)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)] (26)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH2CO2H)] (27)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CCH2NH2)] (28)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CCH=CH2)] (29)
NO-Ruthenium-Komplexe
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]+ (30)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(NO)]+ (31)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(NO)]BF4 (32)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(NO)]BF4 (33)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)(NO)]BF4 (34)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)(NO)]BF4 (35)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(NO)]BF4 (36)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH2CO2H)(NO)]BF4 (37)
CO-Ruthenium-Komplexe
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(CO)] (38)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(CO)] (39)
SO2-Ruthenium-Komplexe
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(SO2)] (40)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(SO2)] (41)
Verbindungsverzeichnis
Verbindungsverzeichnis
Acetonitril- Ruthenium-Komplexe
[(bdmpza)Ru(PPh3)(Cl)(MeCN)] (42)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(MeCN)] (43)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(MeCN)] (44)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(MeCN)] (45)
Pyridin- Ruthenium-Komplexe
[(bdmpza)Ru(PPh3)(Cl)(Pyridin)] (46)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(OAc)(Pyridin)] (47)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CPh)(Pyridin)] (48)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH3)(Pyridin)] (49)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)CH2CH3)(Pyridin)] (50)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(O2CC(O)Ph)(Pyridin)] (51)
Inhibitor-Ruthenium-Komplexe
[(bdmpza)Ru(PPh3)(N-Oxalylglycin)] (52)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(Triketon)] (53)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(ASA)] (54)
[(bdmpza)Ru(PPh3)(SA)] (55)
Cp-Ruthenium-Komplexe
[CpRu(PPh3)2Cl)] (56)
[CpRu(PPh3)2(OAc)] (57)
[CpRu(PPh3)2(O2CC(O)Ph)] (58)
243
245
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265
Verbindungsübersicht
CO2H
CO2H
Me
N
N
N
N
N
N
N
N
Me
Cl
Me
O
Me
HO
(1)
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(3)
O
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Tl+ -O
O
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O
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O
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OH
O- +Tl
O
Tl+ -O
Tl+ -O
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O
O
-
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Tl+
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+-
Tl O
Tl+ -O
O
O
(11)
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H
O
Tl+ -O
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O
Tl+ -O
(16)
Tl+ -O
(15)
(14)
OH
Tl+ -O
O
NH2
Tl+ -O
Tl+ -O
O
HO
O
N
(12)
OH
(17)
O
H
Tl+ -O
(18)
O
OH
266
Verbindungsübersicht
N
PPh3
Cl
N
Ru PPh3
Cl
Me
N
O
N
ON
N
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PPh3
Me
N
O
Me
Ph3P PPh3 Cl
ON
Ph3P Cl
(19)
Me
N
N
Me
Me
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O
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N
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N
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Ph3P O
Me
Me
(22)
N
N
N
N
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Me
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Me
Me
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O
(24)
(25)
Me
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N
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HO2C
O
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(27)
(23)
Me
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Ph3P O
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O
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(22) × H2O
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(20)
Me
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O
(26)
Verbindungsübersicht
Me
267
Me
N
N
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Me
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+
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(29c)
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(33)
(34)
BF4
268
Verbindungsübersicht
Me
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N
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SO2
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Me
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N
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C
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C
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Verbindungsübersicht
Me
269
Me
N
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O
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Me
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Ru
(49)
HO2C
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Ph3P O
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O
(53a)
O Cl
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270
Verbindungsübersicht
Me
Me
N
N
Me
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Ru
Ph3P O
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O
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O
H
(54)
(55b)
(55a)
O
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Ph3P Ru Cl
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Ph3P Ru O
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Ph3P Ru O
Ph3P
Ph
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(57)
(58)
271
Danksagung
-
Prof. Dr. Nicolai „Nico“ Burzlaff für das interessante Thema und sein Verständnis für
die „Kindereien“ seiner Arbeitsgruppe.
-
Prof. Dr. Helmut Fischer für die Aufnahme in seine Arbeitsgruppe.
-
Anke Friemel für die Messungen am 600 MHz NMR-Spektrometer.
-
Bernhard „Bernie“ Weibert für die UV/Vis-Spektren.
-
Dmitry Galetskiy für die Aufnahme der Massenspektren.
-
Dirk Haffke und Florian Ullmer für die Elementaranalysen.
-
Eike Hübner und Matthias Drexler für die quantenmechanischen Berechnungen.
-
Liv Peters und Thomas „Haasi“ Haas für das Korrekturlesen.
-
Nico, Bernie und Andrea „Bachelorette“ Thorn für die Durchführung der Röntgenstrukturanalysen.
-
Ulrich „Uli“ Haunz für die 31P-NMR-Spektren und allgemeinen NMR-Support.
-
Der AG Fischer für die freundliche Aufnahme, die erhaltene Unterstützung, das
angenehme Arbeitsklima und freundschaftliche Miteinander.
-
Burkhard „HSG“ Auchter und Normen „Normenle“ Szesni für diverse Ratschläge und
Hinweise bezüglich Theorie und Praxis.
-
Meinen „direkten“ Kollegen Alexander „Becks“ Beck, Eike, Henning Kopf und Liv
für den Riesenspaß und alles andere.
-
Für die superlustige Zeit geht ein besonderes Dankeschön an meinen zeitweiligen
polnischen Laborkollegen Cezary Pietraszuk.
-
Meinem Computer, dass er während des Schreibens fast nie abgestürzt ist.
-
Sylvia „Rehlein“ Hagmayer für Ihre schnelle und unbürokratische Hilfe in Form Ihres
Laptops, als meine Dreckskiste kurz vor Ende der Schreibarbeiten und in größter
Zeitnot mit einem defekten Mainboard den Dienst verweigerte.
-
Meinen Eltern dafür, dass sie mir dieses Studium ermöglicht haben.