Blut

V. Blut
Blut
Voraussetzungen
Kenntnisse über
- Zusammensetzung des Blutes,
- Funktionen der zellulären und nichtzellulären Blutbestandteile,
- Aufbau und Funktionen des Hämoglobins,
- Blutsenkung,
- Blutstillung und Gerinnung,
- Blutgruppeneigenschaften.
Inhaltsübersicht
1. Blutentnahme
2. Blutkörperchensenkungsgeschwindigkeit (BSG)
3. Rotes Blutbild
4. Blutstillung
5. Blutungszeit
6. Differentialblutbild
7. Blutgruppen
Organisatorische Vorbemerkung
a) Blut ist grundsätzlich als potentiell infektiöses Material zu betrachten. Sie sollen deshalb die
umseitig aufgeführten Verhaltensregeln vor Praktikumsbeginn verinnerlichen und - in Ihrem
eigenen Interesse - strikt einhalten (nicht nur im Physiologie-Praktikum, sondern immer, wenn
Sie mit Blut zu tun haben!).
b) Sie werden zu Beginn des Praktikums in 2 Gruppen eingeteilt.
Gruppe 1 bearbeitet zuerst folgende Aufgaben:
1) Venenpunktion / Blutentnahme
2) Blutsenkung
3) rotes Blutbild
4) Blutstillung / Gerinnung
Gruppe 2 beschäftigt sich währenddessen mit folgenden Themen:
5) Blutungszeit
6) Differentialblutbild
7) Blutgruppen
Nach ca. 90 Minuten wechseln die Gruppen die Aufgaben.
c) Die Ergebnisse werden im Protokollblatt notiert (s. Anhang).
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Verhaltensregeln für das Arbeiten mit menschlichem Blut zur
Verhinderung von Infektionen mit HIV und HBV
- Prinzipiell sollte jedes Blut (bzw. sämtliche Blutbestandteile wie Serum, Plasma, u.a.) als
potentiell infektiös angesehen werden, ebenso Samenflüssigkeit, Vaginalsekret, Liquor,
Gelenksflüssigkeit, Pleura-, Perikard-, Peritonealflüssigkeit (Aszites), Fruchtwasser und alle
Gewebe. Andere Ex- und Sekrete (Harn, Stuhl, Speichel, Nasensekret, Tränen, Erbrochenes)
haben - außer wenn sichtbare Blutbeimengungen enthalten sind - für die Übertragbarkeit von
HIV (human immunodeficiency virus; Erreger von AIDS) und HBV (Hepatitis-B-Virus) eine
geringere Bedeutung. (Natürlich können Harn, Stuhl, Speichel, etc. mit anderen Erregern
kontaminiert und hoch infektiös sein, so dass auch für das Arbeiten mit diesen Materialien
entsprechende Schutzmaßnahmen erforderlich sind.)
- Alle Personen, die mit Blut bzw. potentiell infektiösen Körperflüssigkeiten (in der Folge nur "Blut"
genannt) arbeiten, sollten gegen Hepatitis B geimpft sein.
Schutzmaßnahmen
 bei Gefahr von Blutkontakt, Handschuhe verwenden
 Handschuhe nicht desinfizieren (oder mit Seife waschen), sondern ggf. wechseln bzw. nach
Gebrauch verwerfen
 nach dem Ausziehen der Handschuhe, Hände waschen
 nicht mit dem Mund pipettieren
 besondere Vorsicht bei der Verwendung von Pasteurpipetten (hohe Verletzungsgefahr durch
[häufig vorkommenden] Glasbruch)
 Kittel oder andere Schutzkleidung benutzen
 Mund-Nasen-Schutz und Brille verwenden, wenn mit dem Verspritzen von Blut gerechnet
werden muss; unter besonderen Umständen (Möglichkeit des Verspritzens größerer Volumina,
z.B. bei Sektionen) auch flüssigkeitsdichte Schutzkleidung
 beim Ab- und Umfüllen von Blut darauf achten, dass die Außenseite des Gefäßes (Röhrchen
usw.) nicht kontaminiert wird
 Nadeln und Skalpelle nie in die Hülle zurückstecken (häufigste Ursache für Verletzungen!),
sondern unmittelbar in einem stichfesten und verschließbaren Behälter entsorgen
 bei bereits vorher sichtbaren Verletzungen oder größeren Läsionen (Ekzeme o.ä.) an den
Händen möglichst nicht mit Blut arbeiten (bzw. nur unter speziellen Schutzmaßnahmen
[Schutzverband, 2 Paar Handschuhe, etc.])
 verspritztes oder verschüttetes Blut mit Einmalwischtuch entfernen (Handschuhe!),
anschließend entsprechende Flächendesinfektionen durchführen
Verhalten bei Zwischenfällen
Maßnahmen bei Kontakt der Haut mit Blut:
 sofort unter fließendem Wasser gründlich abspülen und anschließend mit Wasser und Seife
waschen
 mit Einmalhandtuch abtrocknen
 viel Haut-Desinfektionsmittel mindestens 30 Sekunden lang einwirken lassen (und danach nicht
sofort mit Wasser abspülen)
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Maßnahmen bei Kontakt der Schleimhaut mit Blut:
 Schleimhäute (Mund, Augen) sofort und ausgiebig mit Wasser spülen (evtl. auch mit einem
Schleimhaut verträglichen Desinfektionsmittel)
Maßnahmen bei Verletzungen (Nadelstiche, Schnittwunden):
 Blutung induzieren, d.h. Wunde sofort und ausreichend lange (mehrere Minuten) auspressen
und mit Haut-Desinfektionsmittel (evtl. auch Wasser) „ausschwemmen“ (auch bei Schmerzen)
 falls es sich um HIV-positives Blut handelt, mit dem die Kontamination bei der Verletzung
erfolgte, ist eventuell eine Einnahme von AZT (Retrovir) angezeigt. Dafür ist eine sofortige
Kontaktaufnahme mit der nächstgelegenen Notfallaufnahme erforderlich, da diese Maßnahme
nur sinnvoll ist, wenn sie möglichst rasch begonnen wird
 in allen Fällen sollte möglichst bald Kontakt mit einem mit der Problematik befassten Arzt des
Vertrauens aufgenommen werden, um zu besprechen, ob weitere Maßnahmen (z.B. HBV- oder
HIV-Antikörperteste, Hepatitis-B-Impfung usw.) erforderlich sind
 um eventuelle Ansprüche an die Versicherung zu wahren, muss jeder Zwischenfall sorgfältig
dokumentiert werden
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1. Blutentnahme
Sie haben im Laufe des Blutpraktikums die Gelegenheit, eine Venenpunktion an einer Kommilitonin/einem Kommilitonen vorzunehmen. Dies darf nur unter Aufsicht erfolgen. Praktikumsteilnehmer, die an einer parenteral übertragbaren Infektionskrankheit (z.B. Hepatitis, AIDS) leiden
oder jemals litten, dürfen nicht punktiert werden.
Durchführung:
a) Material bereitlegen: Stauschlauch, Desinfektionsmittel, sterile Kanülen, sterile Blutröhrchen,
Tupfer, Heftpflaster
b) Lagerung: Patient sitzend oder liegend, Arm gestreckt; „Arzt“ sitzt so, dass er entspannt in
Richtung des venösen Blutstroms einstechen kann
c) Stauschlauch proximal der Punktionsstelle anlegen, der arterielle Puls muss dabei tastbar
bleiben
d) Kubitalvene tasten; falls nicht möglich, andere, tastbare Vene suchen (Radiuskopf, Handrücken; ggf. anderer Arm)
(Unterscheidung zwischen Vene und Arterie: Puls; Unterscheidung zwischen Vene und Nerv
bzw. Sehne: Vene verschwindet nach Lösen der Stauung)
e) Punktionsstelle mit Desinfektionsmittel einsprühen, danach nicht mehr berühren, nicht
abwischen, sondern einwirken lassen
f) währenddessen Kanüle, evtl. Adapter und Blutröhrchen zusammenstecken, Öffnung der Kanüle
muss mit der Anschliffseite nach oben zeigen; falls versehentlich das Metallteil der Kanüle
berührt wird, Kanüle verwerfen
g) Haut im Winkel von ca. 30° durchstechen, dann die Venenwand flach punktieren, Kanüle ca.
1 cm in die Vene vorschieben
h) Blut mit wenig Sog entnehmen (1 rote [mit EDTA-Zusatz], 1 grüne [mit Citrat-Zusatz] und
1 violette Monovette [mit Citrat-Zusatz]), letztes Röhrchen von der Kanüle trennen
(grüne Monovette sogleich 10 min zentrifugieren)
i) Stauschlauch lösen, Kanüle rasch herausziehen und sofort in bereitgestellten Behälter werfen;
trockenen Tupfer auf die Punktionsstelle drücken, Arm bleibt gestreckt; wenn die Blutung steht,
Heftpflaster aufkleben
2. Blutkörperchensenkungsgeschwindigkeit
(BSG; violette Monovette)
Da Erythrozyten schwerer als Plasma sind, sedimentieren sie, d.h. sie sinken im nichtströmenden
Blut ab. Die Senkung beträgt unter den üblichen Bedingungen (Methode nach WESTERGREN)
bei Frauen normalerweise 6 bis 11 mm innerhalb einer Stunde und bei Männern 3 bis 9 mm.
Die Bestimmung der BSG ist eine unspezifische Untersuchungsmethode. Erhöhungen der BSG
werden insbesondere bei entzündlichen und neoplastischen Erkrankungen beobachtet. Es sind
hierbei verschiedene Plasmaproteine (Fibrinogen, Immunglobuline, Akute-Phase-Proteine)
vermehrt, die zu einer lockeren Zusammenballung (Agglomeration) der Erythrozyten führen und
als Agglomerine bezeichnet werden.
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Geräte und Reagenzien: Sedivette, Sedivetten-Ständer.
Durchführung: Der Inhalt der Sedivette (violett) wird durch mehrmaliges Kippen durchmischt und
die Sedivette senkrecht in den Ständer gestellt. Nach einer Stunde wird die Strecke der
erythrozytenfreien Plasmasäule notiert.
3. Rotes Blutbild
3.1. Die Hämoglobinkonzentration im Blut ([Hb], rote Monovette)
Hämoglobin lagert Sauerstoff reversibel an und ermöglicht dadurch den O2-Transport zu den
Geweben. Die normale Hämoglobinkonzentration [Hb] beträgt im Mittel beim Mann 160 g/l, bei der
Frau 140 g/l; es wird angenommen, dass dieser geschlechtsspezifische Unterschied v.a. auf einer
Steigerung der Erythropoiese durch Androgene beruht. Eine deutliche Herabsetzung der [Hb]
kennzeichnet eine Anämie. Bei leichter bis mittlerer Anämie beträgt die [Hb] 80 bis 120 g/l. Bei
schwerer Anämie ([Hb] < 80 g/l) ist die Sauerstoffversorgung der Gewebe gefährdet. Typische
Symptome bei Anämie sind Blässe, Müdigkeit, Herzklopfen bei Belastung und Kopfschmerzen.
Ein abnormaler [Hb]-Anstieg erhöht die Viskosität des Blutes und damit die Herzarbeit.
Die [Hb]-Bestimmung gehört zu den häufigsten und wichtigsten klinischen Basisuntersuchungen.
In der Regel wird die Cyanmethämoglobin-Methode benutzt.
Prinzip der Cyanmethämoglobin-Methode: Das Blut wird hämolysiert, das Hb in das stabile
Cyanmethämoglobin überführt und dessen Konzentration photometrisch bestimmt.
Alle Hämoglobinformen, die im Blut vorkommen können (Desoxyhämoglobin, Oxyhämoglobin,
Carboxyhämoglobin, Methämoglobin) werden dabei in Cyanmethämoglobin überführt. Die
Methode ist unabhängig davon, ob die einzelnen Hb-Formen O2 binden können.
Geräte und Reagenzien: Pipettierhilfe, Reagenzgläser, 20-µl-Glaskapillaren, Photometer,
Küvetten, Transformationslösung (0,5 g Natriumbicarbonat, 100 mg Kaliumhexacyanoferrat
(K3Fe(CN)6) und 25 mg Kaliumcyanid in 500 ml Aqua dest. gelöst und in brauner Flasche
[Lichtschutz!] aufbewahrt). Die Lösung ist giftig!
Durchführung: 5 ml Transformationslösung wird in ein Reagenzglas pipettiert. Zum Pipettieren
wird wegen der Giftigkeit der Transformationslösung ein Dispenser als Pipettierhilfe benutzt. Eine
20-µl-Glaskapillare wird an eine Stichwunde bzw. die Blutprobe gehalten, so dass sie sich mit Blut
füllt. Die Kapillare wird außen abgewischt und in die Transformationslösung des Reagenzglases
geworfen. Das Reagenzglas wird mit Parafilm verschlossen und anschließend kräftig geschüttelt.
Nach 20 bis 30 min wird mit einem Photometer die Extinktion (E) bei 546 nm abgelesen.
Berechnung der Hb-Konzentration: Die Hämoglobinkonzentration in g/l ergibt sich aus:
[Hb] (g/l) = 368  E
Der Faktor 368 ergibt sich aus dem Extinktionskoeffizienten von Cyanmethämoglobin bei 546 nm
und der Verdünnung der Probe.
3.2. Die Erythrozytenzahl im Blut
Die Neubildungsrate der Erythrozyten wird durch den Sauerstoffpartialdruck (pO2) im Gewebe
geregelt. Fällt der pO2 ab, wird in der Niere vermehrt Erythropoietin gebildet, das die Erythropoiese im Knochenmark stimuliert (z.B. beim Aufenthalt in großer Höhe). Die normale Lebens5
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dauer der Erythrozyten beträgt rund 120 Tage. Sie kann unter pathologischen Bedingungen
verkürzt sein (Beispiel: hämolytische Anämie).
Prinzip der Methode: Blut wird verdünnt und in eine durchsichtige Kammer bekannten Volumens
gefüllt (Zählkammer mit Deckglas). Die Erythrozyten in der Kammer werden unter dem Mikroskop
ausgezählt und zu dem unverdünnten Blutvolumen in Beziehung gesetzt.
Geräte und Reagenzien: Pipettierhelfer (Mikro-Pipex), Erythrozytenpipette (gekennzeichnet durch
eine rote Perle) mit Stauschlauch, Zählkammer mit Deckgläschen, Mikroskop, HAYEMsche
Lösung (5,0 g Natriumsulfat, 2,0 g Natriumchlorat und 0,5 g Sublimat ad 200 ml Aqua dest.). Die
hypertone Lösung fixiert die Zellmembranen und macht damit die Erythrozyten deutlicher
erkennbar.
Durchführung: Die Klemmbacken des Pipettierhelfers werden mit dem Stellrad in Startposition
gebracht. Dann wird die Erythrozytenpipette vorsichtig aufgesteckt. Zum Füllen mit Blut wird das
Stellrad langsam in Richtung Abwurftaste gedreht, bis die Marke 0,5 erreicht ist. Die Pipettenspitze
wird abgetupft. Von Marke 0,5 bis 101 wird HAYEMsche Lösung aufgesaugt. Hierbei entsteht eine
200fache Verdünnung des Blutes, da nur im birnenförmigen Teil der Pipette Mischung erfolgt. Die
Pipette wird auf einem Rüttelgerät ca. 2 min geschüttelt. Die ersten aus der Kapillare der Pipette
stammenden Tropfen werden verworfen, weil dort die Durchmischung unvollständig ist. Die
Pipette wird seitlich an den Deckglasrand gehalten, so dass die Suspension durch Kapillarkräfte in
die Zählkammer einströmen kann. Die Zählkammer muss zuvor sorgfältig gereinigt und mit einem
Deckglas versehen sein. Das Deckglas sitzt fest, wenn am Rand NEWTON-Ringe zu sehen sind.
Mit der Zählung wird ca. 2 min gewartet, damit sich die Erythrozyten absetzen können. Unter dem
Mikroskop (Objektiv 40) sind an dem Boden der Zählkammer Quadrate erkennbar. Je 16 der
kleinsten Quadrate bilden ein mittelgroßes Quadrat. Die Erythrozyten über 5 mittelgroßen
Quadraten, d.h. über 80 der kleinsten Quadrate werden ausgezählt. Die auf der oberen und linken
Begrenzungslinie liegenden Erythrozyten werden dem betreffenden Quadrat zugezählt. Auf diese
Weise wird vermieden, dass Blutkörperchen doppelt gezählt werden.
Berechnung der Erythrozytenzahl: Die Seitenlänge von einem kleinsten Quadrat beträgt 1/20 mm,
seine Fläche ist demnach 1/400 mm². Die Höhe der Kammer beträgt 1/10 mm. Das Kammervolumen
über einem der kleinsten Quadrate beträgt somit 1/4000 mm3 = 1/4000 µl.
Die ausgezählten 80 Quadrate entsprechen einem Volumen von 80/4000 = 1/50 µl. Wenn EZ die
Anzahl der Erythrozyten in 80 Quadraten ist, gilt demnach bei einer 200fachen Blutverdünnung:
200  50  EZ = 10.000  EZ = Erythrozyten pro µl Blut
3.3. Der Hämatokrit
Der Volumenanteil der Erythrozyten am Blut wird Hämatokrit (Hkt) genannt.
Prinzip der Bestimmung: Die Blutzellen haben ein höheres spezifisches Gewicht als das sie
umgebende Plasma; sie können daher abzentrifugiert werden. Nach der Zentrifugation bilden
Zellen und Plasma in einem Zentrifugenröhrchen scharf getrennte Schichten (Säulen). Der
Hämatokritwert ergibt sich aus der Höhe der roten Zellsäule in Prozent der Gesamtsäule.
Geräte: Heparinisierte Hämatokritröhrchen, Mikro-Hämatokritzentrifuge, HAWKSLEY-Skala,
Knetmasse.
Durchführung: Zwei dünne Glasröhrchen (Hämatokritröhrchen) werden schräg in das Blut
gehalten. Kapillarkräfte ziehen das Blut in die Kapillare. Ein Ende des Hämatokritröhrchens wird
mit Knetmasse verschlossen. Die Röhrchen werden mit dem verschlossenen Ende nach außen in
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die Zentrifuge gelegt und 5 min bei 10.000g zentrifugiert. Der Hämatokrit wird auf einer
speziellen Skala abgelesen.
3.4. Berechnungen
3.4.1. Mittlerer Hämoglobingehalt der Erythrozyten (HbE, MCH)
Die Kenntnis der Erythrozytenzahl und der Hämoglobinkonzentration erlaubt die Berechnung des
durchschnittlichen Hämoglobingehaltes eines einzelnen Erythrozyten. Eine Erniedrigung des HbGehaltes der Erythrozyten kennzeichnet die hypochrome Anämie (z.B. bei Eisenmangel), seine
Erhöhung die hyperchrome Anämie (z.B. die so genannte perniciöse Anämie bei Vitamin-B12Mangel).
Der mittlere Hb-Gehalt eines einzelnen Erythrozyten (mittleres korpuskuläres Hämoglobin = MCH)
wird nach folgender Beziehung aus der Hämoglobinkonzentration [Hb] und der Erythrozytenzahl
(EZ) im Blut berechnet:
[Hb] (g/l)
MCH (pg) = 10 
6
EZ/µl
3.4.2. Mittleres Erythrozyteneinzelvolumen (MCV)
Zur Differenzierung der Anämien dient weiterhin die Bestimmung des Erythrozyteneinzelvolumens
(mittleres korpuskuläres Volumen = MCV). Es wird aus dem Verhältnis zwischen dem Hämatokrit
und der Erythrozytenzahl (EZ) pro Blutvolumen berechnet.
Wenn der Hämatokrit in l/l (nicht in %!) und die Erythrozytenzahl pro µl Blut eingesetzt werden, gilt
(1 µl = 109 µm3; 1 µm3 = 1 fl):
Hkt (l/l)
MCV (µm3) = 109 
EZ/(µl)
3.4.3. Intraerythrozytäre Hämoglobinkonzentration (MCHC)
Aus dem Hämatokrit und der Hb-Konzentration im Blut kann die Hb-Konzentration im Erythrozyten
errechnet werden (MCHC = mittlere korpuskuläre Hämoglobinkonzentration):
[Hb] (g/l)
MCHC (g/l) =
Hkt (l/l)
3.5. Die Leukozytenzahl im Blut
Die Leukozyten dienen u.a. der Abwehr von Krankheitserregern. Einen Anstieg der Leukozytenzahl im Blut findet man daher bei den meisten Infektionskrankheiten, es können aber auch andere
Ursachen vorliegen (z.B. Leukämie). Ein Absinken der Leukozytenzahl kann auf einer Schädigung
des Knochenmarks beruhen.
Eine Verminderung der Leukozytenzahl unter 4000 pro µl Blut wird Leukopenie, eine Erhöhung
über 10000 pro µl Blut Leukozytose genannt.
Prinzip der Bestimmung: Durch eine stark hypotone Essigsäurelösung werden die Erythrozyten
zerstört. Die Leukozyten werden mit Gentianaviolett angefärbt und können dann in einer
Zählkammer ausgezählt werden.
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Geräte und Reagenzien: Leukozytenpipette (durch eine weiße Perle gekennzeichnet), TÜRKsche
Lösung (3 %ige Essigsäurelösung mit Gentianaviolett).
Durchführung der Bestimmung: In die Leukozytenpipette wird Blut bis zur Marke 1 aufgezogen.
Die Pipette wird abgewischt und TÜRKsche Lösung bis zur Marke 11 nachgesaugt (Verdünnung 1
: 10 entsprechend dem Mischraum). Die Pipette wird zwischen Daumen und Zeigefinger ca. 2 min
geschüttelt. Die Lösung wird in eine Zählkammer eingefüllt. Die Leukozyten werden über 4
gegenüber liegenden großen Quadraten ausgezählt (Objektiv 10).
Berechnung der Leukozytenzahl: Jedes der ausgezählten großen Quadrate hat eine Fläche von 1
mm². Die Höhe der Zählkammer beträgt 1/10 mm. Das Volumen über einem Quadrat beträgt also
1
/10 µl. Das Gesamtvolumen des Kammerraumes über 4 Quadraten ist demnach 4/10 µl. Da das
Blut 1 : 10 verdünnt wurde, ergibt sich die Leukozytenzahl pro Blutvolumen wie folgt aus der
Anzahl der Leukozyten (LZ), die über 4 großen Quadraten gefunden wurden:
(10  10  LZ) / 4 = 25  LZ = Leukozyten pro µl Blut
4. Blutstillung
(grüne Monovette)
Die physiologische Blutstillung nach einer Gefäßverletzung verläuft in zwei Phasen:
1. Zunächst wird die Blutung vorläufig gestoppt durch Vasokonstriktion und Thrombozytenaggregation (weißer Abscheidungsthrombus). Die Geschwindigkeit der Vasokonstriktion und
Thrombozytenaggregation bestimmt die Blutungszeit (Normalwert < 6 min). Eine Verlängerung
der Blutungszeit deutet auf eine Vasopathie (Erkrankung der Blutgefäße), eine
Thrombozytopenie (Verminderung der Thrombozyten) oder eine Thrombasthenie
(Funktionsstörung der Thrombozyten) hin.
2. Die endgültige Blutstillung erfolgt durch Gerinnung des Blutes, d.h. durch Bildung von Fibrinfäden, welche sich um eingeschlossene Erythrozyten zusammenziehen (roter
Abscheidungsthrombus).
Intravaskuläres System
Extravaskuläres System
XIIa,XIa,IXa,VIIIa,Ca2+
Gewebethromboplastin
+ Plättchenfaktor 3
+ VIIa,Ca2+


 Prothrombinaktivator 
(Xa, Va, Ca2+, Phospholipide)

Prothrombin  Thrombin

Fibrinogen  Fibrin
Abb.1: Kaskadenschema der Blutgerinnung
Abb. 1 zeigt die Faktoren der Blutgerinnung. Das extravaskuläre System wird durch
Gewebethromboplastin (ein Komplex aus dem Membranprotein „Tissue Factor“ und
Phospholipiden), das intravaskuläre System durch den aktivierten Faktor XII und den
Plättchenfaktor 3 eingeleitet.
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4.1. Die partielle Thromboplastinzeit (PTT)
Die partielle Thromboplastinzeit ist die Zeit bis zur Ausbildung eines Gerinnsels nach Mischung
von Citratplasma mit einer Lösung von Plättchenfaktor 3 und Kalziumionen. Mit dem Test werden
die Faktoren des intravaskulären Systems (mit Ausnahme des Plättchenfaktors 3) und außerdem
Prothrombin und Fibrinogen geprüft (s. Abb. 1).
Geräte und Reagenzien: PTT-Reagenz (Pathromtin®, enthält den Plättchenfaktor 3), CaCl2Lösung, Plasma, Wasserbad mit Thermostat, Reagenzgläschen, Plastiköse, Stoppuhr, Pipetten.
Durchführung: Zu 0,2 ml Plasma wird 0,2 ml PTT-Reagenz pipettiert. Die Lösungen werden gut
durchmischt und 2 min im Wasserbad auf 37°C angewärmt. Anschließend wird 0,2 ml CaCl2Lösung zupipettiert. Die Lösung wird geschüttelt. Gleichzeitig wird eine Stoppuhr gedrückt. Die
Plastiköse wird durch das Gemisch gezogen, bis ein Gerinnsel an ihr hängen bleibt. Zu diesem
Zeitpunkt wird die Stoppuhr wieder gedrückt und die Zeit abgelesen.
4.2. Die Thromboplastinzeit (QUICK-Test)
Die Thromboplastinzeit ist die Zeit bis zur Gerinnselbildung nach Zusatz von Gewebethromboplastin und Kalzium zu Plasma. Die Thromboplastinzeit erfasst die Faktoren des extravaskulären
Systems (außer Gewebethromboplastin), Fibrinogen und die Konzentration an Prothrombin.
Geräte und Reagenzien: Gewebethromboplastin mit Kalziumzusatz (Thromborel®), Plasma,
Wasserbad mit Thermostat, Reagenzgläschen, Plastiköse, Pipetten und Stoppuhr.
Durchführung: Das Kalzium-Thromboplastin wird 5 min im Wasserbad auf 37°C erwärmt. In ein
bei 37°C vorgewärmtes Röhrchen werden 0,1 ml des zu untersuchenden Plasmas pipettiert und
30 s bei 37°C inkubiert. Dann wird 0,2 ml Kalzium-Thromboplastin-Reagenz zugegeben. Sofort
nach dem Schütteln wird die Stoppuhr gedrückt und das Gemisch mit der Plastiköse gerührt, bis
ein Gerinnsel sichtbar wird. Die abgelesene Zeit ist die Thromboplastinzeit.
Im klinischen Gebrauch wird die Thromboplastinzeit häufig als "QUICK-Wert" in Prozent des
Normalwertes angegeben. Zum Vergleich werden hierbei Kalibrierkurven in Verdünnungsreihen
mit normalem Plasma erstellt. Die Untersuchung dient u.a. zur Überwachung einer
Antikoagulantientherapie und zur Leberfunktionsdiagnostik.
Neuerdings wird häufig statt des QUICK-Wertes die INR angegeben („International Normalized
Ratio“). Dabei wird das verwendete Thromboplastin gegen eine Referenzpräparation der
Weltgesundheitsorganisation (WHO) abgeglichen.
4.3. Die Thrombinzeit
Die Zeit, die nach Mischung von Thrombin mit Plasma bis zur Bildung eines Gerinnsels verstreicht,
wird Thrombinzeit genannt. Sie hängt u.a. von der Konzentration des Fibrinogens ab. Das
gebildete Fibrin kann durch das fibrinolytische System wieder aufgelöst werden und evtl. gar nicht
in Erscheinung treten. Die Thrombinzeit ermöglicht somit eine Kontrolle einer Fibrinolysetherapie
u.a. (Auflösung eines Blutgerinnsels bei einem akuten Gefäßverschluss).
Reagenzien: Test-Thrombin aus Rinderplasma, Aqua dest.
Durchführung: In ein bei 37°C vorgewärmtes Röhrchen werden 0,1 ml des zu untersuchenden
Plasmas sowie 0,1 ml Aqua dest. pipettiert und das Gemisch 20 bis 30 s im Wasserbad
angewärmt. Dann wird 0,1 ml Test-Thrombinlösung zugegeben. Beim Schütteln wird die Stoppuhr
gedrückt. Mit der Plastiköse wird solange gerührt, bis ein Gerinnsel daran hängen bleibt. Dann
wird die Stoppuhr wieder gedrückt und die Zeit abgelesen.
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5. Die Blutungszeit
Die Blutungszeit gibt an, wie lange eine kleine stichförmige Wunde blutet. Die Bestimmung der
Blutungszeit ist die wichtigste Routinemethode zur Überprüfung der primären Hämostase.
Geräte und Reagenzien: Einmal-Lanzetten, Tupfer, Alkohol, Zentrifugenglas mit steriler
Kochsalzlösung, Stoppuhr.
Durchführung: Mit einer Lanzette wird etwa 4 mm tief in die Fingerbeere oder ins Ohrläppchen
gestochen. Gleichzeitig wird eine Stoppuhr gedrückt. Die Fingerbeere wird in ein mit steriler
physiologischer Kochsalzlösung gefülltes Zentrifugenglas getaucht. Das Blut sinkt als dünner
Faden in der Kochsalzlösung ab. Wenn der Blutfaden abreißt, wird die Stoppuhr angehalten und
die Zeit abgelesen.
Anmerkung: Die Blutungszeit wird von der Einstichtiefe und der Hauttemperatur beeinflusst.
6. Differentialblutbild
Entnahme von Kapillarblut: Nach der Desinfektion der Haut (Fingerbeere oder Ohrläppchen) wird
mit einer Lanzette ca. 4 mm tief eingestochen (Blut muss spontan austreten). Der erste Tropfen
wird abgetupft, bevor die Probe entnommen wird. Nach der Blutentnahme wird die Blutung mit
einem Pflaster oder Tupfer zum Stehen gebracht.
Anfertigung eines Blutausstriches:
a) 1 kleiner Tropfen Kapillarblut wird auf das rechte äußere Drittel eines sauberen, fettfreien
Objektträgers gegeben (ggf. vorher mit Alkohol reinigen).
b) Von der blutfreien Seite her wird ein zweiter Objektträger an den Tropfen herangeführt und so
gekippt, dass der Tropfen im spitzen Winkel (ca. 45°) „gefangen“ wird. Durch schnelles und
gleichmäßiges Ziehen in Richtung des stumpfen Winkels wird der Tropfen ausgestrichen. Am
dünnen Ende des Ausstrichs sollen die Zellen einschichtig liegen; zu dicke Ausstriche sind nicht
beurteilbar.
c) Das Präparat wird zum Trocknen beiseite gelegt (5 bis 10 min).
d) Währenddessen wird GIEMSA-Gebrauchslösung angesetzt (1 Tropfen Stammlösung auf 1 ml
Aqua bidest.).
e) Das Präparat wird mit konzentrierter MAY-GRÜNWALD-Lösung überschichtet (nicht
eintrocknen lassen, ggf. Farblösung erneut auftragen) und nach genau 3 min abgekippt und
kurz gewässert.
f) Die GIEMSA-Gebrauchslösung wird hinzugegeben (für 15 bis 20 min).
g) Dann wird die Farblösung von der Seite her mit Aqua bidest. abgespült (nicht abgießen).
h) Das Präparat wird zum Trocknen schräg aufgestellt.
Beurteilung des Blutausstriches:
a) Präparat auf den Kreuztisch des Mikroskops legen und mit schwacher Vergrößerung geeignete
Stelle aussuchen,
b) 1 Tropfen Immersionsöl auftragen und Ölimmersionsobjektiv in den Strahlengang schwenken,
c) unter seitlicher Blickkontrolle Objektiv bis auf 1/10 mm an den Objektträger heranfahren, dann
durch vorsichtiges Drehen am Feintrieb scharf stellen,
d) Ausstrich mäanderförmig abfahren und 100 Leukozyten den einzelnen Populationen zuordnen.
Geben Sie den prozentualen Anteil der Leukozytensorten an und vergleichen Sie Ihr Ergebnis mit
der normalen Verteilung.
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7. Die Blutgruppen
Die Blutgruppeneigenschaften ergeben sich aus der genetisch festgelegten Struktur der Kohlenhydratkomponenten von Glykolipiden oder dem Vorkommen bestimmter Proteinstrukturen der
Erythrozytenmembran. Die Bestimmung der Blutgruppen ist zur Vermeidung von
Transfusionszwischenfällen sowie zur Verhinderung der Sensibilisierung von rh-negativen
Personen erforderlich. Daneben spielt die Blutgruppenbestimmung eine Rolle in der forensischen
Medizin (z.B. Vaterschaftsgutachten).
7.1. Das AB0-System
Die antigenen Strukturen im AB0-System sind endständige Zuckerreste von Glykolipiden der
Erythrozytenmembran. Die antigenen Zucker kommen auch in den Glykolipiden und -proteinen
anderer Zellen sowie in sezernierten Glykoproteinen vor.
Prinzip der Bestimmung: Die Blutkörperchen des zu testenden Blutes werden mit Lösungen
(Testseren) vermischt, welche Anti-A bzw. Anti-B oder beide Isohämagglutinine enthalten. Es wird
geprüft, ob eine Agglutination auftritt.
Als Gegenprobe wird Serum des zu untersuchenden Blutes mit Testerythrozyten bekannter
Blutgruppenzugehörigkeit vermengt. Wieder wird das Auftreten einer Agglutination geprüft.
Geräte und Reagenzien: Probandenblut, Testseren, Testerythrozyten, Objektträger,
Glasstäbchen.
Durchführung: Aus Gründen der Zeitersparnis wird die Bestimmung im Praktikum mit Plasma
einer Versuchsperson durchgeführt. In der klinischen Diagnostik wird stattdessen Serum
verwendet, das durch Zentrifugation geronnenen Blutes gewonnen wird. Bei der Zugabe von
Plasma können sich Gerinnsel bilden, die eine Agglutination vortäuschen.
Das Plasma wird vorsichtig mit einer Pasteurpipette abgesaugt. Die antigenen Eigenschaften
können nun wie folgt bestimmt werden: (a) Reaktion der zu prüfenden Erythrozyten aus
Kapillarblut mit bekannten Testseren (Anti-A, Anti-B und Anti-AB) und (b) Reaktion des
Probandenplasmas mit Testerythrozyten. Die Agglutination bei Test (b) ist meist nicht so stark
ausgeprägt, da die Antikörper-Konzentration im Probandenserum geringer ist als die AntikörperKonzentration in den hochtitrigen käuflichen Testseren.
Bestimmung der Erythrozyteneigenschaften mit bekannten Testseren: Je ein Tropfen der
Testseren Anti-A, Anti-B und Anti-AB wird auf den Objektträger gegeben. In einigem Abstand
davon wird je ein Tropfen der zu testenden Erythrozyten aufgebracht. Testseren und Erythrozyten
werden mit Glasstäbchen gemischt (immer neue benutzen!) und auf Agglutination geprüft.
Negativ ist die Prüfung, wenn die Mischung nach 5 min noch homogen ist.
Positiv ist die Prüfung, wenn die Agglutination während des Mischens beginnt und sich während
Rotierens verstärkt.
Fehlermöglichkeiten: „Geldrollenbildung“ kann Agglutination vortäuschen; die Unterscheidung
gelingt mikroskopisch: durch nachträgliche Zugabe von 1 Tropfen physiologischer NaCl-Lösung
wird die Geldrollenbildung rückgängig gemacht.
Panagglutination kann bei bakterieller Verunreinigung der Blutprobe zu unspezifischen Reaktionen
führen.
Gerinnung kann bei Verwendung von Vollblut (Notfalluntersuchung) aus Fingerbeere oder
Ohrläppchen eine Agglutination vortäuschen.
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V. Blut
7.2. Das Rh-System
Die Antigene im Rhesus-System sind Proteine der Erythrozytenmembran.
Prinzip der Bestimmung des Rh-Faktors D: Erythrozyten des zu prüfenden Blutes werden mit
einem Testserum vermischt, das Anti-D enthält. Die Anwesenheit des Rh-Faktors D wird an dem
Auftreten einer Agglutination erkannt.
Geräte und Reagenzien zur Bestimmung des Rh-Faktors D: Anti-D-Testserum, Anti-Human-уGlobulin, Probandenerythrozyten aus Kapillarblut in NaCl-Lösung, Objektträger, Glasstäbchen.
Durchführung: Zunächst wird 1 Tropfen Anti-D-Testserum auf einen Objektträger gebracht,
danach 1 Tropfen der zu untersuchenden Erythrozyten sowie Anti-Human- у-Globulin Lösung
zugefügt und mit einem Glasstäbchen gemischt. Unter Rotieren des Objektträgers wird das
Ergebnis abgelesen. Gelegentlich wird die Agglutination nach Inkubation der Objektträger bei
37°C deutlicher.
Auswertung: Eine Agglutination zeigt, dass die geprüften Erythrozyten den Faktor D (RhD-Protein)
besitzen, d.h. Rh-positiv sind.
Frage: Warum wird Anti-Human--Globulin zum Ansatz gegeben?
7.3. Kreuzprobe
Bei der Kreuzprobe wird vor jeder Transfusion untersucht, ob das Serum des Empfängers
Antikörper gegen Erythrozyten des Spenders enthält (= Major-Test) und ob im Serum des
Spenders Antikörper gegen die Erythrozyten des Empfängers vorliegen (= Minor-Test).
Ungekreuztes Blut darf nur bei vitaler Bedrohung des Patienten transfundiert werden.
Geräte und Reagenzien: Objektträger, 2 zentrifugierte Blutproben, Pasteur-Pipetten.
Auswertung: Eine Agglutination in einem oder in beiden Testansätzen zeigt, dass eine Transfusion
nicht erfolgen darf.
Was haben Sie beobachtet?
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V. Blut
PROTOKOLLBLATT
Name:
Geschlecht:
Gruppe:
Datum:
Blutsenkungsgeschwindigkeit (BSG):
............ mm nach 1 Std.
Hämoglobin-Konzentration [Hb]:
............ g/l Blut
Erythrozytenzahl:
............ /µl
Leukozytenzahl:
............ /µl
Hämatokritwert (Hkt):
............ l/l
mittl. Hämoglobingehalt pro Erythrozyt (MCH):
............ pg
mittl. Erythrozytenvolumen (MCV):
............ µm3
mittl. Hb-Konz. in den Erythrozyten (MCHC):
............ g/l
Blutungszeit:
............ min
partielle Thromboplastinzeit (PTT):
............ s
Thromboplastinzeit:
............ s
Thrombinzeit:
............ s
Blutgruppe:
............
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V. Blut
NORMALWERTE (in Klammern der 95 %-Wert)
Die angegebenen Normalwerte sind als Richtwerte anzusehen. Es werden in den verschiedenen
Lehrbüchern geringfügig unterschiedliche Angaben gefunden.
Frauen
Männer
Hämoglobinkonzentration
140 g/l
(120 - 160)
160 g/l
(140 - 180)
Hämatokrit
0,42 l/l
(0,37-0,46)
0,47 l/l
(0,41-0,50)
Erythrozytenzahl
4,8  106/µl
(4,0 - 5,2)
5,3  106/µl
(4,6 - 5,9)
Mittlerer Hb-Gehalt
der Erythrozyten (MCH)
30 pg
(27-34)
Mittleres Volumen eines
Erythrozyten (MCV)
85 µm3
(80 - 96)
Mittlere Hb-Konzentration
der Erythrozyten (MCHC)
340 g/l
(300 - 360)
Leukozytenzahl
7000/µl
(4000 - 10000)
Differentialblutbild:
→ stabkernige Neutrophile
→ segmentkernige Neutrophile
→ Eosinophile
→ Basophile
→ Monozyten
→ Lymphozyten
1- 5%
45 - 75%
2 - 4%
0,5 - 1%
2 - 10%
20 - 50%
BSG (1 h)
6 - 11 mm
3 - 9 mm
Blutungszeit
< 6 min
partielle Thromboplastinzeit
23 - 35 s
Thromboplastinzeit
11 - 13 s (laborabhängig)
Thrombinzeit
12 - 19 s (laborabhängig)
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V. Blut
Seminarthemen „Blut“
1) Sauerstofftransport
- Erythrozyten: Zahl, Volumen, Hb-Gehalt, Produktion und Abbau,
Grundzüge pathophysiologischer Veränderungen (Anämien, Erythrozytosen)
- Hämoglobin: Struktur, Funktion, O2-Bindungskurve
2) Blutstillung
- Thrombozyten: Zahl, Produktion und Funktion
- intra- und extravaskuläres Gerinnungssystem: Funktion, Aktivierung,
Laborparameter, Wirkung von Antikoagulantien (EDTA, Heparin, Cumarin-Derivate)
3) Immunologie des Blutes
- Immunglobuline
- Leukozyten: Einteilung, Funktionen
- Blutgruppensystem des Menschen
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V. Blut
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