Klinische Phase I-Studie zur gentherapeutischen

Aus der I. Medizinischen Tierklinik
der Tierärztlichen Fakultät der Universität München
Vorstand: Prof. Dr. W. Kraft
Unter der Leitung von Prof. Dr. J. Hirschberger
Klinische Phase I-Studie zur gentherapeutischen
Immunstimulation durch Interleukin-2 und Interferon γ
als adjuvante Behandlung des felinen
Fibrosarkoms
Inaugural-Dissertation
zur Erlangung der tiermedizinischen Doktorwürde
der Tierärztlichen Fakultät
der Ludwig-Maximilians-Universität München
von
Susanne Wieland
aus
Heilbronn
München 2002
Gedruckt mit Genehmigung der Tierärztlichen Fakultät
der Ludwig-Maximillians-Universität München
Dekan: Univ.-Prof. Dr. R. Stolla
Referent: Univ.-Prof. Dr. J.Hirschberger
Korreferent:
Tag der Promotion:
meinen Eltern
Inhaltsverzeichnis
I
Inhaltsverzeichnis
1 EINLEITUNG .................................................................................................. 1
2 LITERATURÜBERSICHT.............................................................................. 3
2.1 Fibrosarkom der Katze .................................................................................. 3
2.1.1 Definition................................................................................................................. 3
2.1.2 Vorkommen und Lokalisation ............................................... ..................................3
2.1.3 Alters-, Geschlechts- und Rasseverteilung .............................................................. 4
2.1.4 Ätiologie und Pathogenese ...................................................................................... 5
2.1.4.1 Vakzine-assoziiertes Fibrosarkom ............................................................ 5
2.1.4.2 Virus-assoziiertes Fibrosarkom ................................................................ 7
2.1.4.3 Posttraumatisches Fibrosarkom ................................................................ 7
2.1.4.4
Zytogenetische und molekulare Genese des Fibrosarkoms ..................... 8
2.1.5 Konsistenz, Aussehen und Schnittflächen von Fibrosarkomen............................. 10
2.1.6 Wachstumsverhalten der Fibrosarkome ................................................................ 10
2.1.7 Histologie............................................................................................................... 11
2.1.8 Differentialdiagnosen ............................................................................................ 12
2.1.9 Standardtherapieverfahren ..................................................................................... 12
2.1.9.1 Tumorexstirpation ................................................................................... 13
2.1.9.2 Chemotherapie ........................................................................................ 13
2.1.9.3 Radiotherapie .......................................................................................... 15
Inhaltsverzeichnis
II
2.1.9.4 Sonstige Therapieverfahren..................................................................... 16
2.1.10 Prognose, Rezidiv- und Metastasenrate................................................................. 16
2.2 Gentherapie ................................................................................................. 18
2.2.1 Tumor-Gentherapie................................................................................................ 18
2.2.1.1 Gentherapeutische Immunstimulation gegen Krebserkrankungen ......... 19
2.2.1.2 Interleukin-2 ............................................................................................ 20
2.2.1.3 Interferon gamma .................................................................................... 21
2.2.2 Adenoviren als Genvektor ..................................................................................... 22
2.2.3 Gentherapie in der Tiermedizin ............................................................................. 23
2.3 Klinische Phase I-Studie in der Tiermedizin ............................................. 24
2.3.1 Klinisch kontrollierte Studien in der Veterinärmedizin......................................... 25
2.3.2 Phase I-Studien in der Veterinärmedizin...................................................... 26
3 EIGENE UNTERSUCHUNG........................................................................ 27
3.1 Material und Methode ................................................................................. 27
3.1.1 Patientenbesitzer-Tierarzt-Interaktion ................................................................... 27
3.1.2 Ein- und Ausschlußkriterien .................................................................................. 28
3.1.3 Untersuchung auf Toxizität ................................................................................... 29
3.1.4 Initialer Klinikaufenthalt (d0 – d8) ........................................................................ 41
3.1.5 Nachuntersuchungen.............................................................................................. 47
3.1.6 Virusinjektion ........................................................................................................ 49
3.1.7 Alter, Gewicht, Geschlecht und Vorbericht der Tiere ........................................... 50
3.1.8 Blutuntersuchungen ............................................................................................... 53
3.1.8.1 Hämatologie ........................................................................................... 53
Inhaltsverzeichnis
III
3.1.8.2 Klinisch-chemische Laborparameter ...................................................... 54
3.1.8.3 Weitere Bestimmungen ........................................................................... 54
3.1.9 Statistische Methoden............................................................................................ 54
3.2 Ergebnisse ................................................................................................... 56
3.2.1 Dosisfindung.......................................................................................................... 56
3.2.1.1 Dosisgruppen........................................................................................... 56
3.2.1.2 Interleukin-2-Spiegel............................................................................... 57
3.2.2 Allgemeinbefinden...... ...........................................................................................58
3.2.2.1 Atemfrequenz und Herzfrequenz ............................................................ 58
3.2.2.2 Auskultation von Herz und Lunge .......................................................... 58
3.2.2.3 Kreislauf (Schleimhautfarbe und kapilläre Füllungszeit) ....................... 58
3.2.2.4 Gewicht ................................................................................................... 59
3.2.2.5 Temperatur .............................................................................................. 62
3.2.3 Wunde.................................................................................................................... 66
3.2.4 Altersverteilung ..................................................................................................... 69
3.2.5 Geschlechtsverteilung............................................................................................ 69
3.2.6 Lokalisation der Fibrosarkome .............................................................................. 70
3.2.7 Primärtumor-Rezidiv ............................................................................................. 71
3.2.8 Signifikant veränderte Blutwerte........................................................................... 72
3.2.9 Nicht-signifikant veränderte Parameter ................................................................. 75
3.2.10 Stammdatentabelle................................................................................................. 76
3.2.11 Rezidive ................................................................................................................. 83
3.2.12 Metastasen ............................................................................................................. 86
3.2.13 Nicht aufgenommene Patienten............................................................................. 86
Inhaltsverzeichnis
IV
4 DISKUSSION ................................................................................................ 87
4.1 Gentherapie..................................................................................................87
4.2 Klinische Studie .......................................................................................... 88
4.2.1 Monitoring ............................................................................................................. 88
4.2.2 Durchführung......................................................................................................... 89
4.2.3 Diskussion der Einzelergebnisse ........................................................................... 90
4.2.3.1 Dosisfindung ........................................................................................... 90
4.2.3.2 Lokalisation und Stadium der Fibrosarkomerkrankung ......................... 90
4.2.3.3 Wachstumsverhalten der Fibrosakome ................................................... 91
4.2.3.4 Rezidivrate .............................................................................................. 91
4.2.3.5 Metastasenrate......................................................................................... 92
4.2.3.6 Altersverteilung....................................................................................... 93
4.2.3.7 Geschlechtsverteilung ............................................................................. 93
4.2.3.8 Beobachtete Nebenwirkungen ................................................................ 93
4.3 Schlußbetrachtung....................................................................................... 96
5 ZUSAMMENFASSUNG ............................................................................... 97
6 SUMMARY ................................................................................................... 99
7 LITERATURVERZEICHNIS...................................................................... 101
8 ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS ................................................................ 111
Inhaltsverzeichnis
V
9 ANHANG..................................................................................................... 114
9.1 Tierärztliches Informationsschreiben........................................................ 114
9.2 Informationsschreiben für den Besitzer .................................................... 116
9.3 Einwilligungserklärung ............................................................................. 120
9.4 Erhebungsbogen klinischer Aufenthalt d0 - d8 ........................................ 121
9.5 Erhebungsbogen klinischer Aufenthalt d14 - d360 .................................. 131
10 DANKSAGUNG.......................................................................................... 145
11 LEBENSLAUF............................................................................................. 146
Einleitung
1
1
Einleitung
Fibrosarkome sind häufig auftretende Tumoren bei Katzen (Stiglmaier-Herb und Ortmann,
1987; Bomhard, 1996; Hartmann, 1997). Seit den neunziger Jahren nimmt die Diskussion
über Fibrosarkome zu. Da Fibrosarkome vor allem an Impflokalisationen auftreten (Hendrick
und Goldschmidt, 1991; Bomhard, 1996; Hartmann, 1997; Hendrick, 1998a), wird diskutiert,
ob ein Zusammenhang zwischen der Entwicklung von Fibrosarkomen und routinemäßigen
Vakzinierungen von Katzen besteht (Hendrick, 1998a). Auch nach sorgfältiger chirurgischer
Exzision des Tumors kommt es sehr oft zu Rezidiven (Bomhard, 1996; Couto und
Macy,1998; Hendrick, 1999). Um wirksame Therapiemöglichkeiten zu finden, bedarf es
weiterer Untersuchungen. Eine dieser Möglichkeiten könnte die Immunstimulation mittels
Gentherapie sein.
Diese Therapiestudie stellt eine Phase-I-Dosisfindungsstudie bei Fibrosarkom-kranken Katzen
dar. Nach chirurgischer Tumorexstirpation wird ein adenoviraler Gentransfer in das
Tumorbett durchgeführt. Die replikationsdefekten, rekombinanten Adenoviren stimulieren die
von ihnen transfizierten Zellen zur Produktion von humanem Interleukin-2 (IL-2) und felinem
Interferon gamma (IFNγ).
Die
Fibrosarkom-Gentherapie-Studie
ist
eine
Zusammenarbeit
des
Instituts
für
Experimentelle Onkologie und Therapieforschung des Klinikums Rechts der Isar der
Technischen Universität München, der I. Medizinischen Tierklinik der Universität München,
der Chirurgischen Tierklinik der Universität München und der Firma Transgène aus
Straßburg.
Die Viren wurden von der Firma Transgène hergestellt, die Interleukin-2-Bestimmung und
das immunologische Monitoring wurden in der Firma Transgène durchgeführt.
Die Chirurgische Tierklinik führte die Tumorexstirpationen durch. Die Verdünnung der
Virusstammlösung und somit die Herstellung der Virussuspension erfolgte im Institut für
Experimentelle Onkologie und Therapieforschung. Mitarbeiter dieses Instituts injizierten den
Katzen die Virussuspension unter den vorgeschriebenen Sicherheitsbedingungen.
Die Behandlung der Katzen mit den rekombinanten Adenoviren mußte in einem speziellen
Raum erfolgen. Die Katzen wurden im S1-Katzenstall der I. Medizinischen Tierklinik, der
Einleitung
von
der
Regierung
von
Oberbayern
nach
2
dem
Deutschen
Gentechnikgesetz
(AZ: 840-8763.13.290/709) genehmigt worden war, mit der Virussuspension behandelt.
In die Studie wurden 27 Katzen aufgenommen. Die Katzen befanden sich neun Tage stationär
in der I. Medizinischen Tierklinik und wurden anschließend über einen Zeitraum von einem
Jahr zu festgelegten Terminen nachuntersucht.
Das Grundprinzip dieser Behandlung basiert auf vorklinischen Beobachtungen (Tjuvajev et
al., 1995) und einer vorausgegangenen Studie mit Fibrosarkomen bei Katzen und natürlich
auftretenden oralen Melanomen beim Hund (Quintin-Colonna et al., 1996).
Ziel der vorliegenden Arbeit ist:
1.) Planung und Durchführung einer gentherapeutischen Studie bei Katzen mit spontan
entstandenen Fibrosarkomen unter veterinärmedizinisch-klinischen Bedingungen
2.) Die Dosisfindung: Es sollte die Dosis an Viren ermittelt werden, die keine nicht
tolerierbaren Nebenwirkungen bei Katzen hervorruft
3.) Der In-vivo-Nachweis der Umsetzbarkeit des zugrundeliegenden gentherapeutischen
Prinzips bei der Katze
Literaturübersicht
2
Literaturübersicht
2.1
Fibrosarkom der Katze
2.1.1
Definition
3
Das Fibrosarkom ist ein zu den malignen Bindegewebstumoren gehörender Weichteiltumor,
der großflächig, infiltrativ und destruktiv wächst (Bomhard, 1996). Fibrosarkome sind die
häufigsten malignen mesenchymalen Hauttumoren (Stiglmair-Herb und Ortmann, 1987;
Doddy et al., 1996). Sie leiten sich von Bindegewebszellen ab und bestehen aus
unterschiedlich differenzierten Fibroblasten. Sie kommen überall dort vor, wo sich
Fibroblasten befinden.
2.1.2
Vorkommen und Lokalisation
Die Fibrosarkome gehören zu den häufigsten äußerlich sichtbaren Neoplasien bei der Katze
(Bostock et al., 1976). Dieser Tumor der Katze ist in Deutschland die zweithäufigste
Neoplasie nach den Tumoren des lymphatischen und blutbildenden Gewebes (Frese et al.,
1989; Bomhard, 1996). Das Fibrosarkom macht 5 – 12 % aller Tumoren (Engel und Brodey,
1969; Hardy, 1981) und 12 – 25 % der Hauttumoren bei der Katze aus (Brodey, 1970;
Bostock und Dye, 1979; Doddy et al., 1996; Hartmann, 1997). Sedlmeier und Weiss (1963)
geben Fibrosarkome mit 5,5 % und Stiglmair-Herb und Ortmann (1987) mit 42 % der
bösartigen felinen Hauttumoren an. Die subkutanen Fibrosarkome können an jeder
Körperregion gelegen sein. Die Hauptlokalisation ist nach Brodey (1970), Bostock et al.
(1976), Ortmann (1986), Stiglmair-Herb (1987) und Neumann et al. (1990) der Rumpf und
hier bevorzugt der Thorax (28 - 39 %). Hartmann (1997) beobachtet in ihrer Studie, daß der
Rumpf mit 70 % die häufigste Lokalisation ist. Der interskapuläre Raum war mit 32 %
betroffen, der laterale Brustkorb mit 26 %, die laterale und dorsale Bauchwand mit 12 %. Als
weitere Lokalisationen geben Bostock et al. (1976), Ortmann (1986), Neumann et al. (1990)
und Hartmann (1997) den Hals, die Extremitäten, den Kopf (hier bevorzugt Maulhöhle,
Backen, Mund und Nase), das Mediastinum, die perianale Region und den Schwanz an.
Fibrosarkome treten bei der Katze als die zweithäufigsten Tumoren in der Maulhöhle (Dorn,
1976) auf. Bomhard (1996) geben Plattenepithelkarzinome und Fibrosarkome als häufigste
neoplastische
Veränderungen
im
Bereich
der
Mundhöhle
der
Katze
an.
Literaturübersicht
4
Warrlich (1995) berichtet von einem Fibrosarkom im Oberkiefer einer Katze. Dubielzig et al.
(1990), Hakanson et al. (1990) und Barrett et al. (1995) beschreiben Fibrosarkome im Auge
der Katze. Sie berichten, daß dem Fibrosarkom meist eine Verletzung am Auge voranging.
Barrett et al. (1995) sind der Meinung, daß intraokuläre Neoplasien bei der Katze häufig im
Zusammenhang
mit
einer
felinen
Lymphosarkoma-Leukämie
stehen,
wohingegen
intraokuläre Sarkome aufgrund von Traumata nur selten zu beobachten sind. Hakanson et al.
(1990)
stellten
fest,
daß
vorangegangene
Verletzungen,
chronische
Uveitis
und
Linsenrupturen prädisponierende Faktoren für ein felines posttraumatisches intraokuläres
Sarkom darstellen.
Eine weitere Lokalisation der Fibrosarkome kann der Knochen sein, was jedoch selten
vorkommt. Lyndell und Doige (1989) berichten von einem Fibrosarkom am craniomedialen
Ende des Olekranon. Fibrosarkome, welche Knochen mit einschließen, sind meist sekundäre
Tumoren,
deren
Ursprung
Weichteilgewebssarkome
sind,
die
in
benachbartes
Knochengewebe eindringen. Auch Silva-Krott et al. (1993), Fry und Jukes (1995) und Gieger
und Entee (1999) berichten von Sarkomen am Knochen der Katze.
Nach Kass et al. (1993), Hendrick et al. (1994), Bomhard (1996), Doddy et al. (1996) und
Nagel (1998) treten Fibrosarkome vor allem an typischen Impfregionen wie z. B. im Nacken,
zwischen den Schulterblättern, seitlich der Schulter, an der Brust, an den Hinterextremitäten
bzw. in der Flankenregion auf. Auch nach Rudmann et al. (1996) und Loesenbeck (1999) sind
häufige Lokalisationen für Fibrosarkome Körperstellen, in die oft geimpft wird. Vakzineassoziierte Fibrosarkome befinden sich nach Doddy et al. (1996) und Nagel (1998) häufiger
solitär in der Subkutis älterer Katzen und nicht vakzine-assoziierte Sarkome vor allem in der
Dermis.
2.1.3
Alters-, Geschlechts- und Rasseverteilung
Fibrosarkome kommen bei Katzen jeden Lebensalters vor. Fibrosarkome bei Katzen unter
vier Jahren sind jedoch selten. Das Durchschnittsalter wird in verschiedenen Studien mit acht
bis zehn Jahren angegeben (Ortmann, 1986; Stiglmair-Herb und Ortmann, 1987; Hendrick et
al., 1994; Bomhard, 1996; Hartmann, 1997; Hershey et al., 2000). Betrachtet man das
Durchschnittsalter der Katzen mit einem vakzine-assoziierte Fibrosarkom im Vergleich zum
Durchschnittsalter aller Fibrosarkom tragenden Katzen, so berichten Kass et al. (1993),
Doddy et al. (1996) und Cornell und Walters (1997) von einem geringeren, Lester et al.
(1996) von einem höheren Durchschnittsalter. Kass et al. (1993) berichten außerdem für
Literaturübersicht
5
vakzine-assoziierte Fibrosarkome von zwei Häufigkeitsgipfeln, nämlich 6 - 7 und 10 - 11
Jahre. Das Durchschnittsalter von Katzen mit multizentrischen Fibrosarkomen liegt zwischen
drei und vier Jahren (Hardy, 1981; Stiglmair-Herb und Ortmann, 1987).
Bisher konnte weder Rasse noch Geschlecht als Disposition für ein Fibrosarkom bestimmt
werden (Stiglmair-Herb, 1987; Kass et al., 1993; Doddy et al., 1996; Hartmann, 1997;
Hendrick, 1998b; Kessler, 2000).
2.1.4
Ätiologie und Pathogenese
Bei der Ätiologie des Fibrosarkoms unterscheidet man das vakzine-assoziierte Fibrosarkom,
das Felines Leukose Virus (FeLV)-assoziierte Fibrosarkom und das nicht virus-assoziierte
Fibrosarkom.
2.1.4.1
Vakzine-assoziiertes Fibrosarkom
Hendrick und Dunagan (1991) und Hendrick und Goldschmidt (1991) beobachteten seit 1987
im Patientengut der Universität von Pennsylvania einen Zuwachs von subkutanen
Entzündungsreaktionen. Es wurde angenommen, daß die für Katzen gesetzlich seit dem Jahre
1987 vorgeschriebene Tollwutimpfung der Grund für diesen Anstieg war. Seit die gesetzliche
Verpflichtung zur Tollwutimpfung in der Praxis umgesetzt wurde, ist die Fibrosarkomrate an
typischen Impflokalisationen um 61 % gestiegen, während die Anzahl der Fibrosarkome an
allen übrigen Lokalisationen konstant blieb. Katzen mit einem vakzine-assoziiertem
Fibrosarkom sind in den Untersuchungen von Hendrick et al. (1994) und Doddy et al. (1996)
FeLV negativ.
Das Risiko der Tumorentwicklung liegt nach Esplin et al. (1993), Kass et al. (1993), Couto
und Macy (1998), Hendrick (1999) und Hirschberger und Kessler (2001) bei 1 : 3 000 bis
1 : 10 000. Kass et al. (1993) führten eine Studie über Katzen mit Fibrosarkomen an typischen
Impfstellen und Fibrosarkomen an sonstigen Körperstellen durch. Es wurde festgestellt, daß
die Anzahl der verabreichten Impfungen von Bedeutung ist. Vor allem Mehrfachimpfungen
am selben Applikationsort erhöhen die Gefahr einer Tumorbildung (Esplin et al., 1993). Nach
Untersuchungen von Kass et al. (1993), Reinacher (1997) und Nagel (1998) liegt das Risiko
einer Tumorentwicklung fünfmal höher, wenn eine Mehrfachimpfung verabreicht wird. Das
Risiko, nach einer Impfung zu erkranken, steigt bei geimpften Tieren gegenüber nicht
geimpften Tieren bei einmaliger Impfung um 50 %, bei zwei Impfungen um 127 % und bei
Literaturübersicht
6
drei und vier Impfungen am selben Applikationsort um 175 %. Hendrick et al. (1992)
vermuten einen Anstieg der Anzahl der Fibrosarkome aufgrund der vermehrten Vakzinierung
und der Umstellung der Injektionstechnik bei der Impfung von der intramuskulären auf die
subkutane Injektion.
Die vakzine-assoziierten Neoplasien entwickeln sich drei Monate bis drei Jahre nach der
Impfung, wobei sich die Mehrzahl der Tumoren innerhalb eines Jahres entwickeln (Hendrick
et al., 1992; Hendrick et al., 1994; Doddy et al., 1996; Lester et al., 1996; Couto und Macy,
1998; Hendrick, 1998b; Loesenbeck, 1999). Die Entstehung eines vakzine-assoziierte
Fibrosarkoms wird folgendermaßen erklärt: Direkt nach der Impfung treten an der Impfstelle
entzündlich veränderte Umfangsvermehrungen auf, die selten schmerzhaft sind (Nagel, 1998).
Es kommt zu einer Entzündungsreaktion und zu einem unkontrollierten Wachstum von
transformierten Mesenchymzellen (Doddy et al., 1996).
Die meisten Tollwut- und FeLV-Impfstoffe enthalten Adjuvantien, z. B. AluminiumHydroxid oder Aluminium-Phosphat. Diese stehen im Verdacht, lokale Entzündungen,
immunologische
Reaktionen
und
Störungen
des
fibrinösen
Reparationsgewebes
hervorzurufen, was später zur Proliferation und tumorösen Umwandlung von Fibroblasten
und Myofibroblasten führen kann (Hendrick et al., 1992; Hendrick et al., 1994; Coyne et al.,
1997; Couto und Macy, 1998; Nagel, 1998). Hendrick et al. (1992), Esplin et al. (1993) und
Kass et al. (1993) konnten im Zytoplasma der entzündlich veränderten Makrophagen graubraunes Fremdmaterial nachweisen, das in röntgenologischen Mikroanalysen als Aluminium
und Sauerstoff identifiziert werden konnte. Tumorentwicklungen sind aber auch nach
Applikation von Impfstoffen ohne Adjuvantien bekannt (Kass et al., 1993).
In der Studie von Kass et al. (1993) konnte keine spezielle Zusammensetzung von
Impfstoffen von FeLV- oder Tollwutimpfstoffen ermittelt werden, die zu einem erhöhten
Risiko eines Fibrosarkoms führt. Von den untersuchten Vakzinen sind besonders die FeLVund die Tollwutvakzine für die Entstehung des Fibrosarkoms von Bedeutung (Kass et al.,
1993; Hendrick et al., 1994; Nagel, 1998). Totimpfstoffe scheinen ein höheres Risiko einer
Tumorinduktion als Lebendimpfstoffe aufzuweisen (Hirschberger und Kessler, 2001).
Zusammenfassend ist zu sagen, daß das Risiko einer Tumorinduktion nach einer
Vakzinierung mit der Anzahl der Impfungen steigt. Ferner wird die Tumorinduktion von der
Verwendung von Adjuvantien beeinflußt. Das Risiko einer Tumorentwicklung ist bei
Totimpfstoffen größer als bei Lebendimpfstoffen und bei FeLV- oder Tollwutimpfstoffen
größer als bei anderen Impfstoffen.
Literaturübersicht
2.1.4.2
7
Virus-assoziiertes Fibrosarkom
Fibrosarkome der Katze können durch Infektion und Transformation von Fibroblasten durch
das Feline Sarkomvirus (FeSV), das zu den Onkornaviren gehört, entstehen (Bostock et al.,
1976). Das FeSV ist ein zusammengesetztes, behülltes RNA-Virus aus der Familie der
Retroviridae, Subfamilie Oncoviridae (Ortmann, 1986). Es ist aus dem FeLV durch
Aufnahme eines zellulären Onc-Gens unter Verlust der für die Reverse Transkriptase
kodierenden Gene entstanden, weshalb es nur in Zellen vermehrungsfähig ist, die gleichzeitig
mit FeLV als Helfervirus koinfiziert sind (Hardy, 1981; Nagel, 1998; Hendrick, 1999). Die
Übertragung von FeLV findet hauptsächlich über Speichel und Urin infizierter Katzen statt
(Hardy, 1976). Essex et al. (1971) entdeckten Antikörper gegen Antigene, die auf der
Zellmembran von FeLV- oder FeSV-transformierten Zellen entstehen – die Felinen Oncornavirus-assozierten Zellmembranantigene (FOCMA). Diese Antikörper schützen die Katze vor
der tumorösen Form der FeLV-Infektion (Warrlich, 1995) und führen nach Essex et al. (1971)
und Hardy (1981) zu einer Tumorregression. Katzen mit multiplen Fibrosarkomen sind nach
Untersuchungen von Bomhard (1996), Nagel (1998) und Hendrick (1999) immer FeLV
positiv und meist sehr jung (< 4 Jahre). Klinisch zeigen diese Katzen multiple schnell
wachsende Knoten am ganzen Körper und an inneren Organen (Hirschberger und Kessler,
2001). FeSV-assoziierte Fibrosarkome machen ca. 2 % aller Fibrosarkome aus (Hardy, 1981;
Kessler, 2000). Nach Untersuchungen von Ellis et al. (1996) spielt das Feline Sarkomvirus
(FeSV) keine Rolle bei der Entstehung der vakzine-assoziierten Sarkome.
2.1.4.3
Posttraumatisches Fibrosarkom
Die Ätiologie und Pathologie von nicht virus-assoziierten Fibrosarkomen ist unbekannt
(Doddy et al., 1996; Nagel, 1998). Sie treten meist solitär und bei älteren Katzen auf
(> 10 Jahre) (Nagel, 1998). Doddy et al. (1996) berichteten, daß sich Sarkome nach einer
persistierenden Verletzung entwickeln können. Dubielzig et al. (1990), Hakanson et al. (1990)
sowie Macy und Hendrick (1996) stellten fest, daß vorangegangene Verletzungen,
Irritationen, Entzündungen und Wundheilung Promotoren für eine Tumorentwicklung sein
können.
Literaturübersicht
2.1.4.4
8
Zytogenetische und molekulare Genese des Fibrosarkoms
Durch die Einführung molekularbiologischer Methoden in die tiermedizinische Forschung
sind auch Ergebnisse aus der Untersuchung von Fibrosarkomen der Katze verfügbar.
Zytogenetische Untersuchungen zeigen Normabweichungen in Zahl, Größe oder Form von
Chromosomen, während immunhistochemische Untersuchungen bzw. Mutationsanalysen
Veränderungen charakteristischer Regulatorproteine des Zellzykluses dokumentieren. Diese
Befunde liegen nur bruchstückhaft vor und erlauben zur Zeit nur eine eingeschränkte
Erklärung bestimmter Zusammenhänge zur Entstehung des Fibrosarkoms der Katze.
Umfangreiche Analysen zur Expressionshöhe einer größeren Anzahl von Genen mit
statistisch aussagekräftigen Zahlen von untersuchten Tumoren, wie sie für andere solide
Tumoren des Menschen durchgeführt worden sind (Dhanasekaran et al., 2001), liegen für das
Fibrosarkom der Katze nicht vor.
Die zytogenetische Analyse von in felinen Fibrosarkomen gefundenen Metaphasen ergab bei
20 - 40 % der untersuchten Tumoren charakteristische Veränderungen der Anzahl von ganzen
Chromosomen bzw. Chromosomenteilen. Sowohl Verminderungen (Hypoploidie) als auch
Erhöhungen – meist in deutlich geringerer Ausprägung – der Chromosomenzahl
(Hyperploidie) konnten nachgewiesen werden. Die vorgefundenen Muster an chromosomalen
Veränderungen waren Translokationen (z. B. t: A1/E1 und t: A2/E3), Monosomien
(z. B. Monosomie B4 – hier liegt das Onkogen K-ras – und Monosomie D4) als auch
Trisomien (z. B. Trisomie C2, E2 und D1 – hier liegt das Onkogen H-ras) (Hirsch, 1995;
Massauer, 1996; Pusker, 1997).
Auf molekularer Ebene wurden Veränderungen von Molekülen, die physiologisch an der
Regulation des Zellzyklus beteiligt sind, gefunden. Hendrick (1998a) wies die Überexpression
des Wachstumsfaktors Platelet-Derived Growth Factor (PDGF) sowie des Protoonkogens
c-jun in vakzine-assoziierten Fibrosarkomen der Katze nach.
Die meisten Untersuchungen zur molekularen Genese des Fibrosarkoms der Katze
beschäftigen sich jedoch mit der Analyse des p53-Gens bzw. des P53-Proteins. Daß dieses
Molekül für die Genese von Fibrosarkomen eine Bedeutung haben könnte, liegt aufgrund von
Befunden aus der Analyse menschlicher Fibrosarkome bzw. anhand des gehäuften Auftretens
von Weichteilsarkomen bei heterozygoten p53-knock-out-Mäusen nahe (Harvey et al., 1993).
Der Transkriptionsfaktor P53 ist an zentraler Stelle des Zellzyklus für dessen Voranschreiten
bzw. für einen Proliferationsblock verantwortlich. Eine p53-Aktivierung führt über
Literaturübersicht
9
verschiedene Mechanismen zur Arretierung des Zellzyklus und somit zu einer temporären
Unterbrechung des Zellzyklus, zur Aktivierung von DNA-Reperaturvorgängen und für den
Fall der dauerhaften Onkogenaktivierung bzw. bei nicht reparablen DNA-Schäden auch zur
Eliminierung der Zelle durch Induktion der Apoptose. Das p53-Gen ist damit das wichtigste
Tumorsuppressorgen und wird plakativ auch als „Wächter des Genoms“ bezeichnet. Aus
Untersuchungen von Tumorgewebe des Menschen sind sechs verschiedene Stellen im p53Gen bekannt, an denen es besonders häufig zu Punktmutationen kommt; insgesamt konnten
p53-Muationen bei bis zu 25 % der Weichteiltumoren des Menschen nachgewiesen werden
(Cordon-Cardo et al., 1994; Yoo et al., 1997). Resch (1999) überprüfte drei dieser sog. „hot
spots“ des p53-Gens (Codon 175, 245 und 248) und konnte hier bei 22 untersuchten felinen
Fibrosarkomen keine Mutationen feststellen. Ebenso konnte sie bei einer Analyse der ersten
beiden Exons der ras-Oncogene keine Mutationen nachweisen. In einer erweiterten Analyse
auch der restlichen kritischen Lokalisationen an einer erweiterten Zahl von Tumoren (n = 60)
konnten dann von der gleichen Arbeitsgruppe vereinzelte – bei zwei Fibrosarkomen – p53Punktmutationen nachgewiesen werden (Mayr et al., 2000a). Schneider-Stock et al. (1997)
sowie Nambiar et al. (2000) untersuchten in der gleichen Genregion (Exon 4 bis 8) wie Mayr
et al. (2000b) und fanden bei 13 von 67 bzw. fünf von 21 vakzine-assoziierten felinen
Fibrosarkomen – also in einem ähnlich hohen Prozentsatz wie bei Weichteiltumoren des
Menschen – p53-Mutationen. Nambiar et al. (2001) bestätigten ihre DNA-Untersuchungen
immunhistologisch und konnten in einer erweiterten Analyse sogar in einem noch höheren
Prozentsatz (17 von 40 untersuchten Fibrosarkomen) eine Überexpression des P53-Proteins
nachweisen.
Cyclin-abhängige Kinasen aktivieren Zellzyklusproteine durch Phosphorylierung. Die sie
negativ regulierenden Proteine, wie z. B. P16, können durch eine Mutation außer Kraft gesetzt
werden, so kann es zu einer ungebremsten Zellzyklusprogression kommen. Bei
Fibrosarkomen der Katze konnten in einigen dieser den Zellzyklus regulierenden Genen
(p16, p21, p27) keine Veränderungen gefunden werden (Mayr et al., 2000c). Ebenso konnten
in Fibrosarkomen des Menschen keine Mutationen in diesen Zellzyklus-regulierenden
Molekülen nachgewiesen werden (Meye et al., 1998).
Insgesamt kann also eine gute Übereinstimmung – sowohl das Vorliegen von p53-Mutationen
als auch das Nichtvorliegen bestimmter anderer Veränderungen betreffend – in
molekularbiologischen Untersuchungsergebnissen von Weichteiltumoren des Menschen
einerseits und den Fibrosarkomen der Katze andererseits festgestellt werden, so daß es
Literaturübersicht
10
plausibel erscheint, ähnliche molekulare Mechanismen in der Tumorentstehung anzunehmen
und beide Tumorentitäten mit vergleichbaren molekularbiologisch entwickelten Therapien zu
bekämpfen.
2.1.5
Konsistenz, Aussehen und Schnittflächen von Fibrosarkomen
Die Größe der Fibrosarkome bei Diagnosestellung ist sehr unterschiedlich, sie schwankt von
linsen- bis kinderkopfgroß (Ortmann, 1986; Bomhard, 1996). Stiglmair-Herb (1987) und
Hartmann (1997) untersuchten Tumoren im Durchmesser von 3 mm bis 15 cm. Hendrick
(1999) beobachtete, daß die Tumoren meist größer als 4 cm sind, wenn die Katzen dem
Tierarzt das erste Mal vorgestellt werden. Fibrosarkome werden meist von den
Katzenbesitzern als Knoten in der Subkutis der Katze festgestellt, der sich durch eine festere
Konsistenz von der Umgebung absetzt. Ortmann (1986) und Hartmann (1997) beschreiben
die Konsistenz der untersuchten Tumoren als derb, derb-elastisch oder knorpelig fest.
Weiterhin wird die Konsistenz mit weich bis weich-elastisch angegeben. Das Aussehen der
Tumoren wird mit höckrig, knotig, kleinknollig, oft mit zystisch beschrieben. Die
Tumorränder können makroskopisch sich scharf begrenzt oder fingerförmig das umgebende
Gewebe infiltrierend darstellen (Bomhard, 1996; Hendrick, 1999). Die Schnittfläche ist oft
grobsträhnig, von grau-weißer bis bräunlicher Farbe und von kalkigen, knorpelartigen oder
auch muzinösen, teilweise fadenziehenden Arealen durchsetzt (Stiglmair-Herb und Ortmann,
1987; Bomhard, 1996; Hendrick, 1999).
Nach Tumorgröße und -ausbreitung werden die Fibrosarkomerkrankungen der Katze in vier
Stadien eingeteilt. Bei den ersten drei Stadien liegen weder Lymphknotenmetastasen (N0)
noch Fernmetastasen (M0) vor, so daß sich das Tumorstadium einzig aus der Tumorgröße
ableitet (Stadium I: größter Tumordurchmesser kleiner als 2 cm; Stadium II: 2 – 3 cm;
Stadium III: > 3 cm). Das Erkrankungsstadium IV ist durch einen Tumor beliebiger Größe
sowie das Vorhandensein von Metastasen (N1) oder/und (M1) gekennzeichnet (Hirschberger
und Kessler, 2001).
2.1.6
Wachstumsverhalten der Fibrosarkome
Bostock et al. (1976) beschreiben das Wachstumsverhalten der Fibrosarkome als schnell. Sie
sind der Meinung, daß die Fibrosarkome oft in frühen Entwicklungsstadien durch die Haut
ulzerieren. Andere Autoren beschreiben das Wachstum der Fibrosarkome als selten
ulzerierend (Ortmann, 1986; Stiglmair-Herb und Ortmann, 1987; Hartmann, 1997). Die von
Literaturübersicht
11
den Besitzern beobachtete Wachstumsdauer des Primärtumors reicht von einigen Tagen bis zu
Jahren (Stiglmair-Herb und Ortmann, 1987; Bomhard, 1996). Meist kommen die Besitzer mit
dem Vorbericht, daß der Tumor zuerst langsam, dann schnell gewachsen sei (Withrow, 1998).
2.1.7
Histologie
Nach Nagel (1998) haben die Fibrosarkome der Katze viele „Gesichter“, selbst ein einziger
Tumor zeigt unterschiedliche histologische Bilder. Im histologischen Befund herrschen eine
stark ausgeprägte Kollagenfaserbildung sowie große spindelförmige Zellen vor (Bostock et
al., 1976; Neumann et al., 1990). Nach Bomhard (1996) weisen die Zellen eine ausgeprägte
Vielgestaltigkeit und Kernpolymorphie auf. Viele Sarkome sind mit Entzündungszellen
(Lymphozyten und Makrophagen) umgeben oder infiltriert und enthalten mehrkernige
Riesenzellen in unterschiedlicher Zahl (Hartmann 1997; Hirschberger und Kessler, 2001).
Gelegentlich enthielten Makrophagen grau-braunes Fremdmaterial (Adjuvans) in ihrem
Zytoplasma (Hendrick und Dunagan, 1991; Hendrick und Brooks, 1994; Rudmann et al.,
1996). Die Entzündungsreaktion besteht aus gut umschriebenen Bezirken von granulomatöser
Panniculitis, meist mit zentraler Nekrose im Tumor sowie fibrotischen Arealen (Hendrick und
Dunagan, 1991; Hendrick et al., 1992; Esplin et al., 1993; Rudmann et al., 1996).
Stiglmair-Herb und Ortmann (1987) unterteilen die Fibrosarkome der Katze in vier
histologische
Typen:
In
Fibrosarkome
im
engeren
Sinn,
Spindelzellsarkome,
polymorphzellige Sarkome und entdifferenzierte Sarkome. Hartmann (1997) führte an
Fibrosarkomen eine histologische Analyse durch und teilt die Fibrosarkome der Katze in
sieben verschiedene Typen ein:
Typ A: Der kollagenfaserreiche Typ ist durch lange, schlanke bzw. „zigarrenförmige“
Zellkerne gekennzeichnet. Die Grundsubstanz besteht meist aus Kollagenfasern. Die Zellen
bilden untereinander verkreuzte Längs- und Querbündel.
Typ B: Der kollagenfaserärmere Zwischentyp enthält helle, spindelförmige Kerne. Auch hier
sind die Zellen in deutlichen Längs- und Querbündeln angeordnet.
Typ C: Der myxoide Typ besteht aus einer ungeformten Grundsubstanz, die Zellen sind
„netzartig“ aufgespannt. Die Kerne sind kurz, plump spindelförmig und dunkel. Die Zellen
erscheinen oval bzw. an den Enden spitz auslaufend.
Typ D: Der zelldichte, kollagenfaserige Typ weist plump spindelförmige Zellkerne auf. Die
Anordnung der längs- und querverlaufenden Zellbündel lassen ein fischgrätenartiges Muster
erkennen.
Literaturübersicht
12
Typ E: Der polymorphe Typ besitzt rundliche bis plump ovale, helle Zellkerne.
Typ F: Der zellreiche Typ ist gekennzeichnet durch schlanke bis schlank spindelförmige,
dunkle Kerne. Ein fischgrätenartiges Muster der Zellen ist auch hier erkennbar.
Typ G: Der liposarkom-ähnliche Typ zeigt schlanke, spindelförmige, helle Zellkerne. Ferner
sind Fettvakuolen erkennbar.
Nach Hirschberger und Kessler (2001) sind die Abkratzpräparate zellreich, und die Zellen
zeigen eine spindelförmige Gestalt und einen meist länglichen Kern. Die Zellen können sich
in dichten, fischzugartigen Verbänden, aber auch weit auseinander gelagert darstellen. Auch
mehrkernige Riesenzellen sind zu finden.
2.1.8
Differentialdiagnosen
Als Differentialdiagnosen zum Fibrosarkom kommen neben Verletzungen auch andere
Tumorerkrankungen in Betracht. Verletzungen bzw. Folgen von Verletzungen können
Serome, Abszesse, Hämatome oder Phlegmonen sein. Hierbei handelt es sich häufig um
Wundheilungsstörungen nach Biß-, Kratz-, Stichverletzungen oder Pfählwunden. Ferner muß
an
Lipome
bzw.
Liposarkome,
maligne
fibröse
Histiozytome,
Chondrosarkome,
Osteosarkome, Rhabdomyosarkome, Myxosarkome oder periphere Nervenscheidentumoren
gedacht werden (Rudmann et al., 1996; Hartmann, 1997; Mauldin; 1997). Die
Feinnadelaspirationszytologie stellt nach Withrow (1998) eine gute Möglichkeit dar, um
Lipome, Entzündungen oder Abszesse ausschließen zu können.
2.1.9
Standardtherapieverfahren
In der Tiermedizin stehen mehrere Möglichkeiten zur Behandlung des Fibrosarkoms zur
Verfügung. Oft werden diese Therapien auch kombiniert eingesetzt. Laut Bostock und Dye
(1979) ist die Tumorexstirpation die häufigste Therapieform und die wichtigste und
notwendigste Therapie (Bomhard, 1996; Nagel, 1998; Mc Entee und Page, 2001).
Weitere Behandlungsmöglichkeiten sind Chemotherapie, Radiotherapie, Kryotherapie und
Immuntherapie (Bostock und Dye, 1979; Bomhard, 1996; Mauldin, 1997).
Literaturübersicht
2.1.9.1
13
Tumorexstirpation
Nach Neumann (1990), Hendrick et al. (1994) und Mauldin (1997) bietet die vollständige und
großflächige Exzision des Tumors die günstigste Prognose. Nach Davidson et al. (1997) sind
nach kompletter Exstirpation mit radikalen Operationstechniken signifikant bessere
Überlebenszeiten festzustellen. Die Behandlung mittels Radiotherapie, Chemotherapie und
Kryochirurgie zeigt nur geringe Erfolge. Um Metastasen zu vermeiden, sollte die Operation
des Tumors unmittelbar nach der Diagnosestellung erfolgen, und der Tumor sollte sehr
großflächig entfernt werden (Rudmann et al., 1996; Mauldin, 1997; Couto und Macy, 1998).
Die erste Operation mit einer sorgfältigen und weiträumigen Entfernung des umliegenden
Gewebes bietet in der Regel die beste Chance, den Tumor zu kontrollieren (Withrow, 1998).
Nach jeder weiteren Operation steigt die Gefahr der Metastasierung, und auch die rezidivfreie
Zeit nimmt ab (Theilen und Madewell, 1987; Withrow, 1998). In der Literatur wird die
Umschneidung des Tumorgebietes mit ca. 3 cm in alle Richtungen im gesunden Gewebe
angegeben (Ogilvie, 1997; Dernell et al., 1998; Kleiter und Leschnik, 1998; Withrow, 1998;
Hershey et al., 2000; Kessler, 2000). Der Tumor sollte mit dem umliegenden Gewebe in
einem Block entfernt werden. Dies ist lokalisationsbedingt nicht immer möglich.
Fibrosarkome zwischen den Schulterblättern sind besonders schwer weiträumig zu entfernen.
Oft ist eine partielle Scapulotomie, Muskelexzision, Entfernung des dorsalen Wirbelfortsatzes
oder eine Amputation der Gliedmaße notwendig, um eine weiträumige Exstirpation zu
ermöglichen. Ist dies nicht möglich, sollte eine Strahlentherapie oder eine Chemotherapie
erfolgen (Dernell et al., 1998; Kessler, 2000)
2.1.9.2
Chemotherapie
Couto und Macy (1998) sind der Meinung, daß Katzen mit Sarkomen nicht gut auf eine
Chemotherapie ansprechen. Die Chemotherapie kann als alleinige Therapie oder als
Komibinationstherapie mit Chirurgie und/oder Radiotherapie gekoppelt werden. Die alleinige
Chemotherapie bei Katzen mit Fibrosarkomen liefert bis heute keine befriedigenden Resultate
und ist mit dem Risiko von Nebenwirkungen behaftet. Die Chemotherapie wird oft bei Katzen
mit Fibrosarkom durchgeführt, bei denen keine Operation mehr möglich ist, z. B. wenn der
Tumor aufgrund seiner Lokalisation und Größe inoperabel ist. Die Chemotherapie wird ferner
als zusätzliche Therapie nach einer Tumorexstirpation angewand. In der Tiermedizin stehen
verschiedene Chemotherapieprotokolle beim Fibrosarkom der Katze zur Verfügung. Nach
Ogilvie (1998) ist jede Chemotherapie potentiell toxisch, deshalb ist es sehr wichtig zu
Literaturübersicht
14
entscheiden, ob eine Chemotherapie notwendig ist. Es muß zuvor eine genaue Diagnose
erfolgen. Dem Patient sollte zuvor Blut zur hämatologischen und blutchemischen
Untersuchung sowie für einen FeLV- und FIV-Test entnommen werden. Vor der
Chemotherapie müssen Röntgenaufnahmen des Thorax angefertigt werden, um Metastasen
ausschließen zu können. Auch der Ernährungszustand des Tieres ist sehr wichtig, denn eine
Katze mit einem guten Ernährungszustand zeigt in der Regel weniger Nebenwirkungen, einen
besseren Therapieerfolg und eine längere Überlebenszeit (Ogilvie, 1998). Es besteht die
Möglichkeit, daß eine Chemotherapie die Wundheilung beeinflußt; somit sollte eine adjuvante
postoperative Chemotherapie erst nach Abschluß der Wundheilung begonnen werden.
Mögliche Nebenwirkungen einer Chemotherapie sind (Ogilvie, 1997; Kleiter und Leschnik,
1998; Barber et al., 2000):
1. Knochenmarkssuppressionen: Neutropenie und Thrombozytopenie.
2. Gastrointestinale Toxizität: Durchfall und Erbrechen.
3. Allergische Reaktionen: Hypersensibilität, Hypotension, Urtikaria, Bewußtseinsstörungen.
Allergische Reaktionen sind selten, können aber bei Doxorubicin auftreten.
4. Kardiotoxizität: Kardiomyopathie und Dysrhythmien sind im Zusammenhang mit
Doxorubicin veröffentlicht worden.
5. Blasentoxizität: Zystitis, Strangurie, Hämaturie, Dysurie. Cyclophosphamid kann diese
Nebenwirkungen auslösen.
6. Alopezie der Schnurrhaare, die nicht mehr nachwachsen. Die Katze ist in ihrer
Sinneswahrnehmung gestört.
7. Neurologische Ausfälle: Ataxie und Krämpfe. Vincristin kann Neuropathien auslösen.
Adjuvante Chemotherapiemöglichkeiten beim Fibrosarkom der Katze:
Die Chemotherapie kann sowohl mit Einzelpräparaten als auch mit Kombinationspräparaten
durchgeführt werden.
1. Monotherapie mit Doxorubicin: Therapiedauer 15 Wochen in fünf Therapiezyklen. Alle
21 Tage wird der Katze eine Dosis von 1 mg/kg KM oder (25 mg/m2 KOF) als streng
intravenöse Kurzinfusion in 150 ml physiologischer Kochsalzlösung über 30 Minuten
verabreicht (Kleiter und Leschnik, 1998; Hirschberger und Kessler, 2001). Nagel (1998)
Literaturübersicht
15
gibt eine dreimalige Wiederholung im Abstand von drei Wochen an. Bregazzi et al.
(2001) führten eine Studie mit 25 Katzen durch. In dieser Studie wurde eine Gruppe der
Katzen mit Chirurgie, Radiotherapie und Doxorubicin therapiert. Eine zweite Gruppe
wurde nur mit Chirurgie und Radiotherapie behandelt. Die Autoren konnten keinen
signifikanten Unterschied in der mittleren rezidivfreien Zeit und der mittleren
Überlebenszeit feststellen.
2. Monotherapie mit Carboplatin: Alle vier Wochen (200 mg/m2 KOF) (Ogilvie, 1997).
Kessler (2000) gibt die Dosierung mit 150 – 180 mg/m2 KOF i. v. alle vier Wochen an.
3. Kombinationstherapie: Doxorubicin (1 mg/kg KM) kombiniert mit Cyclophosphamid
(50 mg/m2 KOF) per os an vier aufeinanderfolgenden Tagen. Der Therapiezyklus
wiederholt sich alle 21 Tage (Kleiter und Leschnik, 1998; Nagel, 1998; Barber et al.,
2000). Hirschberger und Kessler (2001) geben die Dosierung von Doxorubicin und
Cyclophosphamid mit Doxorubicin 25 mg/m² KOF i. v. alle drei Wochen und
Cyclophosphamid 200-300 mg/m2 KOF per os am Tag 10 des Zyklus an.
4. Kombinationstherapie: Mitoxantron (3,0 mg/m2 KOF) i. v. und Vincristin (0,5 mg/m2
KOF) i. v. am gleichen Tag mit dreiwöchigen Abständen bei insgesamt vier Zyklen
(Kessler, 2000; Hirschberger und Kessler, 2001).
5. Kombinationstherapie: Doxorubicin (20 mg/m2 KOF) i. v. alle drei Wochen und
Melphalan (20 mg/m2 KOF) per os am Tag 10 bei vier Zyklen (Kessler, 2000).
2.1.9.3
Radiotherapie
Es kann vor oder nach der Operation bestrahlt werden (Couto und Macy, 1998). Ist eine
weiträumige Exstirpation aufgrund der Lage und Größe des Tumors nicht möglich, sollte eine
Strahlentherapie vor oder nach der Operation auf jeden Fall in Betracht gezogen werden
(Mauldin, 1997; Nagel, 1998). Die präoperative Bestrahlungsdosis wird mit 48 Gray, die
postoperative Bestrahlungsdosis mit bis zu 60 Gray angegeben (King et al., 1995; Mac Ewen
und Withrow, 1996). Nach Withrow (1998) sind Weichteiltumoren sehr widerstandsfähig
gegen konventionelle Bestrahlungsdosen (40 bis 48 Gray). Davidson et al. (1997) wiesen in
ihrer Studie nach, daß eine postoperative Radiotherapie die Überlebensdauer der Katzen mit
einem Fibrosarkom nicht verlängert. Cronin et al. (1998) und Bregazzi et al. (2001) dagegen
konnten eine mittlere Überlebenszeit von 700 Tagen nach chirurgischer Entfernung und
Literaturübersicht
16
postoperativer Bestrahlung nachweisen. Die Radiotherapie wurde täglich über 3,5 Wochen
mit einer Dosis von 57 Gy durchgeführt.
2.1.9.4
-
Sonstige Therapieverfahren
Kryochirurgie: Kryochirurgie ist aufgrund der resistenten Zellmembran der Tumorzellen
nicht erfolgreich (Bomhard, 1996).
-
Immunstimulation: King et al. (1995) behandelten Katzen, die an einem Fibrosarkom
erkrankt waren, mit dem unspezifischen Immunstimulans Acemannan über einen
Zeitraum von sechs Wochen (intratumorale Gabe von 2 mg/kg KM) und führten dann eine
Operation mit adjuvanter Strahlentherapie durch. Acemannan steigert die Freisetzung von
Interleukin-1 (IL-1), Interleukin-6 (IL-6), dem Tumor-Nekrose-Faktor-α (TNF-α) und
Interferon γ (INFγ) aus den Makrophagen, erhöht die Aktivität der Natürlichen
Killerzellen und fördert die T-Zell-Funktion in vitro. Von den vier so behandelten Katzen
blieben drei rezidivfrei. Welchen Anteil am Therapieerfolg das Immunstimulans hatte,
kann jedoch bei der geringen Anzahl an behandelten Tieren und dem Fehlen einer
Kontrollgruppe nicht abgeschätzt werden.
-
Elektrochemotherapie: Mir et al. (1997) behandelten 12 Katzen mit einem Weichteiltumor
mittels Elektrochemotherapie, indem sie Bleomycin, ein nicht permeables zytotoxisches
Medikament, mit lokalen Elektroimpulsen kombinierten. Die Elektroimpulse ermöglichen
eine Durchlässigkeit der Zellmembran und einen freien Zugang von Bleomycin in das
intrazelluläre Ziel. Bleomycin hemmt die DNA-Polymerase und die DNA-Reparatur im
Zellkern. Die durchschnittliche Überlebensdauer konnte von einem Monat auf sechs
Monate gesteigert werden.
2.1.10
Prognose, Rezidiv- und Metastasenrate
Rezidivrate: Es gibt unterschiedliche Angaben über die Rezidivrate von Fibrosarkomen in der
Literatur. Nach alleiniger chirurgischer Entfernung werden Rezidivraten zwischen 30 und
70 % angegeben. Die Rezidive wurden meist innerhalb eines halben Jahres diagnostiziert
(Bostock und Dye, 1979; Ortmann, 1986; Stiglmair-Herb und Ortmann, 1987; Couto und
Macy, 1998; Hendrick, 1999). Nach neueren Studien kann durch eine großflächige, radikale
chirurgische Vorgehensweise die rezidivfreie Zeit auf 12 bis 16 Monaten verlängert werden
(Davidson et al., 1997; Hershey, 2000).
Literaturübersicht
17
Metastasenrate: Stiglmair-Herb und Ortmann (1987) sowie Hendrick (1994) geben die
Metastasenrate mit 9 %, Bostock und Dye (1979) mit 11 % an. Über ein noch häufigeres
Auftreten von Metastasen berichtet Ortmann (1986) mit 15 % bzw. Mauldin (1997) mit 25 %.
Nach Stiglmair-Herb (1987), Rudmann et al. (1996) und Hendrick (1999) sind Metastasen
selten und sie treten erst spät im Krankheitsgeschehen auf. Metastasen treten vorwiegend in
regionären Lymphknoten, in der Lunge, selten in der Niere, den Extremitäten und in der Milz
auf (Ortmann, 1986; Stiglmair-Herb und Ortmann, 1987; Hendrick, 1999). Bei multiplen
Fibrosarkomen kommt es häufiger zur Ausbildung von Organmetastasen als bei vakzineassoziierten Tumoren (Frese et al., 1989).
Prognose: Eine Metastasierung von Fibrosarkomen ist selten, dennoch ist die Prognose
aufgrund der ausgeprägten Neigung zu lokaler Rezidivbildung vorsichtig bis schlecht zu
stellen (Bostock et al., 1976; Hendrick, 1999). Fibrosarkome an der Ohrmuschel und an der
Flanke haben nach Bostock und Dye (1979) sowie Nagel (1998) eine bessere Prognose, als
Tumoren an anderen Lokalisationen, da diese nicht zu rezidivieren scheinen. Die genannten
Autoren geben jedoch keine genaue Fallzahlen an. Nach Couto und Macy (1998), Hershey et
al. (2000) sowie Mc Entee und Page (2001) zeigen Katzen nach Gliedmaßenamputationen
eine längere rezidivfreie Zeit als nach Tumorentfernung an anderen Lokalisationen, da bei der
Amputation mehr Gewebe entfernt werden kann. Die zeitlichen Abstände bis zum nächsten
Rezidiv werden nach jeder Operation kürzer (Theilen und Madwell, 1987). In der Studie von
Stiglmair-Herb und Ortmann (1987) mußten 50 % der Katzen aufgrund der Tumorerkrankungen euthanasiert werden. Häufig wurden die Tiere bereits nach dem ersten Rezidiv
euthanasiert. Eine Studie von Davidson et al. (1997) zeigte, daß eine komplette, großflächige
Operation eine durchschnittliche tumorfreie Zeit von 16 Monaten mit einer Überlebensdauer
vom mehr als 24 Monaten bewirkt. Hershey (2000) beobachtete eine längere rezdivfreie Zeit
(325 Tage) bei Katzen, bei denen eine großflächige, radikale Operation durchgeführt wurde,
als bei Katzen, die bei der Tumorexstirpation nur eine Randexzision erhalten hatten
(rezidivfreie Zeit 79 Tage).
Literaturübersicht
2.2
18
Gentherapie
Unter Gentherapie versteht man „die Korrektur eines krankheitsbedingenden genetischen
Defektes oder die Veränderung pharmakologischer Eigenschaften durch Anwendung
rekombinanter DNA-Techniken“ (Kulozik et al., 2000). Um mit dem Produkt eines Gens eine
therapeutische Wirkung zu erzielen, muß das entsprechende sog. „therapeutische Gen“ in den
Organismus eines Patienten transportiert und von Zellen des Patienten in den Zellkern
integriert werden. Die Sequenz des Gens wird dann dort von der patienteneigenen
Proteinsynthese in das Genprodukt übersetzt und kann so im Patienten eine therapeutische
Wirkung entfalten. Die Übertragung des therapeutischen Gens in den Patienten geschieht
mithilfe sog. Genfähren; das sind vor allem rekombinante virale Vektoren, d. h. im Labor
durch rekombinante DNA-Techniken gentechnisch veränderte Viren. Neben Adeno-, Retro-,
und adeno-assoziierten Viren als virale Vektoren finden auch Liposome, transfizierte Zellen
und Goldkügelchen als nichtvirale Vektoren Verwendung (Quintin-Colonna et al., 1996;
Argyle, 1999; Buscher et al., 1999; LeCouteur, 1999). Die Applizierung der Vektoren kann
auf zwei unterschiedliche Arten erfolgen: Bei der In-vivo-Gentherapie werden die Vektoren
direkt in den Körper des Patienten injiziert, um dort das therapeutische Gen in Körperzellen
einzubringen. Bei der Ex-vivo-Gentherapie dagegen werden Zellen außerhalb des Patienten
transfiziert und diese so hergestellten gentechnisch veränderten Zellen dem Patienten
appliziert.
2.2.1
Tumor-Gentherapie
Eine gegen Tumoren gerichtete Gentherapie kann verschiedene Strategien verfolgen: a) die
sog.
„Prodrug-Aktivierungs“-
oder
„Suicide-Gene-Strategie“,
b)
den
Einsatz
von
Tumorsuppressorgenen bzw. die Inaktivierung von Onkogenen, c) die kontrollierte virale
Onkolyse und d) verschiedene Strategien zur Immunstimulation, die mit etwa der Hälfte aller
onkologischen Gentherapiestudien die am häufigsten angewandte Strategie darstellen
(Elmslie und Dow, 1999; LeCouteur, 1999, Helfand, 2000).
Literaturübersicht
2.2.1.1
19
Gentherapeutische Immunstimulation gegen Krebserkrankungen
Tumoren sind meist schwach immunogen weil insbesondere spontan entstandene
Tumorzellen sich in vielen Belangen nicht von den normalen körpereigenen Zellen
unterscheiden und nur wenige Antigene exprimieren, die vom Immunsystem als „non-self“
erkannt werden. Es gibt jedoch eindeutige Hinweise in experimentellen Systemen, daß sowohl
eine verbesserte unspezifische Immunitätslage als auch die Stimulation einer spezifischen
Immunantwort Tumorwachstum verlangsamen oder sogar etablierte Tumoren zerstören kann.
Auch die Beobachtung, daß Patienten deren Melanome oder Mammakarzinome mit vielen
Lymphozyten infiltriert sind, eine bessere Prognose haben als Patienten, bei denen dies nicht
der Fall ist, stützt die These, daß das Immunsystem bei der Bekämpfung von Tumoren eine
große Rolle spielt (Elmslie und Dow, 1997; Abbas et al., 2000). Mit dem immunstimulatorischen Zytokin Interleukin-2 liegen mittlerweile so fundierte Erfahrungen im klinischen
Einsatz
vor,
daß
es
als
humanmedizinisches
Arzneimittel
(Proleukin-S)
beim
fortgeschrittenen Nierenzellkarzinom zugelassen worden ist.
Um eine Immunstimulation des Tumorpatienten zu erreichen, werden im wesentlichen drei
verschiedene Strategien angewandt. Erstens wird die genetische Information für das
spezifische Tumorantigen übertragen und dadurch eine Immunreaktion des Patienten gegen
dieses Protein erreicht. Die unabdingbare Voraussetzung für diese Strategie – das Bekanntsein
eines definierten Tumorantigens – ist jedoch nur bei wenigen Tumoren (z. B. beim Prostatakarzinom des Menschen) gegeben. Zweitens kann durch die Übertragung von gentechnisch
veränderten, nicht mehr vermehrungsfähigen Tumorzellen, sog. „Tumorvakzine“, eine
spezifische Immunantwort provoziert werden. Für diese Strategie müssen allerdings geeignete
Tumorzellinien etabliert sein (allogene Vakzinierung) oder entsprechend modifiziertes,
körpereigenes Tumormaterial des Patienten (autologe Vakzinierung) verfügbar sein. Drittens
kann mit immunstimulatorischen Zytokinen gearbeitet werden. Diese körpereigenen
Gewebshormone haben im Blutstrom oft nur eine Halbwertszeit von Minuten und außerdem
häufig eine kritische Toxizität bei systemischer Applikation, weshalb sie besser lokal
appliziert oder mit einem Transfer der kodierenden Gensequenz lokal zur Expression gebracht
werden sollten (Brill et al., 2001). Zur Immunstimulation gegen Tumoren zur Zeit eingesetzte
Zytokine sind: Interleukin-2, Interleukin-4, Interleukin-12, Interferon γ, GranulozytenMakrophagen-Kolonie-stimulierender-Faktor oder Tumor Nekrose Faktor (Elmslie und Dow,
1997; Abbas et al. 2000; Helfand, 2000).
Literaturübersicht
2.2.1.2
20
Interleukin-2
Interleukin-2 (IL-2) wird von T-Zellen produziert und wirkt physiologisch vor allem als
Wachstumsfaktor für T-Zellen (autokriner Wachstumsfaktor). Wenn naive, spezifische TZellen ihr Antigen erkannt haben, läuft in diesen Zellen ein Aktivierungsprozess an, im Zuge
dessen diese Zellen auch IL-2 produzieren. Das so produzierte IL-2 bewirkt dann eine weitere
Vermehrung dieses spezifischen T-Zell-Klons, aber auch eine Vermehrung von B-Zellen und
Natürlichen Killerzellen sowie eine Steigerung der zytotoxischen Potenz von Natürlichen
Killerzellen und CD8+-Lymphozyten (Abbas et al., 2000; Helfand, 2001).
IL-2-Rezeptor-tragende Zellen wie z. B. T-Zellen (CD8+-T-Zellen), Natürliche Killerzellen
und Makrophagen haben die Fähigkeit in vivo Tumorzellen abzutöten. Um diese
Immunzellen zu stimulieren, verwendet man in verschiedenen onkologischen Gentherapieansätzen dieses Zytokin. Es wurde deshalb zunächst in rekombinanter Form als
immunstimulierende Substanz systemisch verabreicht. Diese Applikation ist wegen der
geringen Halbwertszeit wenig sinnvoll und wegen den bei therapeutischer Dosierung nicht
unerheblichen Nebenwirkungen (Fieber, Leukopenie, Vasculary Leakage Syndrom)
problematisch. Um dem Rechnung zu tragen, wurde das rekombinate humane IL-2 im Jahr
2001 in einer veränderten galenischen Zubereitung auch für die subkutane Applikation
zugelassen (Proleukin-S). Eine lokale Produktion von IL-2 am Ort der benötigten Wirkung
ist also das primäre Ziel einer IL-2-Gentherapie (Helfand, 2000; Brill et al., 2001).
Quintin-Colonna et al. (1996) führten eine adjuvante, immunstimulierende Gentherapie bei
Hunden mit malignem Melanom und bei Katzen mit Fibrosarkom durch. Nach
Tumorexstirpation mit anschließender Radiotherapie wurden histoinkompatible, humanes
Interleukin-2 exprimierende Vero-Zellen postoperativ ins Tumorbett injiziert. Die Katzen
wurden über einen Zeitraum von 16 Monaten und die Hunde über einen Zeitraum von 12
Monate nachuntersucht und zeigten eine Reduktion der Rezidivrate von 69 % auf 31 % und
eine Verlängerung der mittleren rezidivfreien Zeit von acht auf 16 Monate.
Über den routinemäßigen Einsatz von rekombinantem humanem IL-2 bei Hunden mit
Mastzelltumoren oder oralen Melanomen berichtet Helfand (2000). Als adjuvante Therapie
empfiehlt er 9 x 106 IU/m² KOF/d als subkutane Injektion über 4 x 4 Tage in vier Wochen.
Literaturübersicht
21
Das IL-2 des Menschen und der Katze haben eine Aminosäuresequenzhomologie von 81 %.
Das IL-2 des Menschen hat auf feline Lymphozyten in vitro proliferierende Wirkung
(Gonsalves et al., 1991; Cozzi et al., 1993; Cozzi et al., 1995) und führt auch in Katzen zur
typischen Immunstimulation (Argyle et al,. 1995; Quintin-Colonna et al., 1996).
Die Verwendung von humanen Proteinen in Katzen führt jedoch nach einigen Tagen dazu,
daß das Tier neutralisierende Antikörper gegen das körperfremde Protein bildet. Solche
Antikörper blockieren dann den therapeutischen Nutzen der Proteine und könnten sich
außerdem gegen das entsprechende körpereigene Protein des Tierpatienten richten und so den
Krankheitsverlauf noch verschärfen ( London, 2000).
2.2.1.3
Interferon gamma
Interferon gamma (IFNγ) von Mensch und Katze haben nur eine 63prozentige Aminosäuresequenzhomologie, weshalb es im Gegensatz zu IL-2 nur speziesspezifisch wirkt (Argyle et
al., 1995). Wie bei IL-2 handelt es sich um ein immunstimulatorisches Zytokin, das
Makrophagen und T-Zellen (insbesondere T-Helfer-Zellen) proliferiert und aktiviert. Es
bewirkt außerdem eine vermehrte Expression von Proteinen des Major Histocompatibility
Complex (MHC-Klasse I- und MHC-Klasse II-Proteinen) sowie von kostimulatorischen
Faktoren auf der Oberfläche von antigen-präsentierenden Zellen, so daß Tumorzellen, die mit
IFNγ transfiziert sind, auf ihrer Oberfläche vermehrt Tumorantigene präsentieren und so vom
Immunsystem besser erkannt werden können (Abbas et al., 2000; Helfand, 2000).
Eine Kombination der Zytokine IL-2 und IFNγ zur Tumortherapie war im Mausmodell in der
Lage eine spezifische antitumoröse Immunantwort hervorzurufen (Rosenthal, 1994; Pak et al.,
1995; Tjuvajev et al., 1995; Kircheis et al., 1998), es wurde jedoch unter klinischen
Bedingungen vor den in der vorliegenden Arbeit beschriebenen Untersuchungen an
Fibrosarkom-kranken Katzen noch nie eingesetzt. Als allogene Tumorvakzinierungs-strategie
wurde eine klinische Phase I-Studie im Oktober 2000 bei Menschen mit fortgeschrittenem
Prostatakazinom begonnen, bei der eine retroviral mit IL-2 und IFNγ transfizierte
Tumorzellinie eingesetzt wird (Brill et al., 2001).
Den positiven Effekt eines anderen Interferons (Interferons ϖ) konnten Laurence et al. (2000)
als rekombinantes felines Protein zur Behandlung von symptomatischen FeLV- oder FIVpositiven Katzen in einer prospektiven, placebokontrollierten Doppelblindstudie nachweisen.
Literaturübersicht
22
Interferon ϖ ist in der Zwischenzeit in der Tiermedizin als Medikament zugelassen worden
(Virbacin).
2.2.2
Adenoviren als Genvektor
Adenoviren vom Subtyp 5 sind neben Retroviren die am häufigsten verwendeten viralen
Vektoren. Um Wildtyp-Adenoviren als Genvektoren einsetzen zu können, werden die viralen
Gensequenzen, die zur Vermehrung in der Wirtszelle notwendig sind, entfernt und durch ein
therapeutisches Gen ersetzt. Durch diese Manipulation können die rekombinanten, transgentragenden Viren zwar noch eine Wirtszelle infizieren, sich aber in dieser Zelle nicht mehr
vermehren. Die Vorteile von Adenoviren sind die geringe Pathogenität des Wildtypvirus
(„Schnupfenviren“) sowie die relativ große Kapazität von therapeutischer DNA, die das Virus
aufnehmen kann. Außer der primären Affinität der Adenoviren zum Respirationstrakt ist
jedoch zu beachten, daß diese Viren bei sehr hohen Virusdosen und bei Kranken oder
immunsuppressiven Patienten auch in anderen Organsystemen, insbesondere der Leber,
Funktionsstörungen hervorrufen können. Aus der Tiermedizin sind einige derartige
Phänomene (z. B Lebernekrose beim Caninen Adenovirus Typ 1 oder die Einschlußkörperchenhepatitis beim Vogel) bekannt (Studdert, 2000). Daß Adenoviren auch Zellen, die
sich nicht teilen., infizieren und damit transfizieren können, sowie die Tatsache, daß ihr
Genom nicht in das Genom der Wirtszelle integriert, sondern als extrachromosomales Episom
im Kern repliziert wird, ist je nach klinischer Situation von Vor- oder von Nachteil. Zur
Therapie einer Anämie, wie sie z. B. im Zusammenhang mit einer Niereninsuffizienz auftritt,
transfizierten Beall et al. (2000) Muskelzellen durch einmalige i.m.-Injektion eines
rekombinanten Adenovirus, welches das Gen für das feline Erythropoietin trug, und
erreichten damit bei gesunden Katzen eine siebenwöchige Hämatokriterhöhung. Ein Problem,
das sich vor allem bei mehrmaliger Applikation von adenoviralen Vektoren bemerkbar macht,
ist die starke Immunogenität der viralen Hüllproteine (Kulozik et al., 2000). Durch die von
der Immunabwehr der Katze gebildeten Antikörper, die ab dem siebten Tag nach der
Erstapplikation nachweisbar und die in der Lage sind, den viralen Vektor – das humane
Adenovirus – zu neutralisieren, wird der beabsichtigte klinische Effekt zeitlich limitiert
(Liu et al., 2000). Daß der bisher fast ausschließlich und auch in der vorliegenden Studie
verwendete Adenovirus Typ 5 des Menschen in vivo Fibrosarkomzellen der Katze
transfizieren kann, wiesen Marini et al. (1995) nach, indem sie das Protein des Markergens βGalactosidae in den Fibrosarkomrezidiven von acht Katzen zur Expression brachten.
Literaturübersicht
2.2.3
23
Gentherapie in der Tiermedizin
Die Gentherapie gewinnt für die klinische Forschung immer mehr an Bedeutung. Nicht nur in
der Humanmedizin, sondern auch in der Tiermedizin wird die Gentherapie erfolgreich in
klinischen Studien eingesetzt (Quintin-Colonna et al., 1996; Elmslie und Dow, 1997;
LeCouteur, 1999). Tumortragende Tiere und deren Therapiemöglichkeiten werden ferner als
Vorläuferstudien für die Humanmedizin eingesetzt. Aufgrund ähnlicher klinischer Parameter
(spontane Entstehung, Rezidivrate, Therapiemöglichkeiten, Metastasierung) der tierischen
und menschlichen Tumoren werden vor allem Osteosarkome, Mammatumoren, Melanome,
Fibrosarkome und lymphatische Tumoren als Modelle für die Humanmedizin herangezogen
(Vali und Mac Ewen, 2000).
Etwa zwei Drittel aller gentherapeutischen, klinischen Studien sind gegen Tumorerkrankungen gerichtet, das restliche Drittel verteilt sich etwa gleichmäßig auf die
Gentherapie von Herz-Kreislauf-, Erb- sowie Infektionskrankheiten. Neben diesen
potentiellen Einsatzgebieten werden für die Tiermedizin auch der Einsatz gentherapeutischer
Methoden bei chronisch-degenerativen Erkankungen (z. B. Arthritis) sowie zur Diagnose,
Prophylaxe und Therapie bestimmter Infektionskrankheiten (z. B. FIV) als zukunftsträchtig
erachtet (Argyle, 1999; Ciftci und Trovitch, 2000).
Literaturübersicht
2.3
24
Klinische Phase I-Studie in der Tiermedizin
Um den therapeutischen Nutzen eines neuen Medikamentes zu beurteilen sowie dessen
optimale Anwendung hinsichtlich der Dosis, der Darreichungsform sowie der damit sinnvoll
therapierbaren Patienten zu definieren, bedient man sich kontrollierter klinischer Studien. Die
bis zur breiten Anwendung eines neu zugelassenen Medikamentes durchzuführenden
klinischen Studien werden gemäß internationaler Übereinkunft (International Conference on
Harmonisation; ICH) in drei Phasen eingeteilt (http://www.ifpma.org/ich1.html).
Phase I: Pharmakologiestudien: Ziel dieser Studien, die in der Regel an einem kleinen
Kollektiv von Patienten oder auch gesunden Probanden durchgeführt werden, ist das erste
Einschätzen der Aktivität des neuen Medikaments, wobei die Verträglichkeitsprüfung und die
Festlegung einer Maximal Tolerierten Dosis (MTD) wesentliche Inhalte sind. Dazu müssen
vor allem Daten zur Toxikologie, zur Pharmakokinetik und zur Pharmakodynamik gewonnen
werden. Die vorliegende Studie ist eine Phase I-Studie, bei der erstmals ein die Transgene
Interleukin-2 und Interferon γ tragender, rekombinanter, replikationsdefekter Adenovirus an
Katzen angewandt wurde.
Phase II: Therapeutisch explorative Studien: Solche Studien werden immer mit Patienten,
meist 20 bis 50 Individuen, an der Zielindikation durchgeführt. Sie dienen der Abschätzung
der optimalen Dosis, untersuchen die Verträglichkeit, geben Hinweise auf die Wirksamkeit
des neuen Therapeutikums und legen die Grundlage für die Konzeption zukünftiger Studien.
Phase II-Studien werden typischerweise mit mehreren Behandlungsgruppen, denen die
Patienten randomisiert zugeteilt werden, unter Blindung und mit Placebokontrollen als
weitere Qualitätskriterien durchgeführt.
Phase III: Therapeutisch konfirmative Studien: In dieser Phase soll an einer größeren Zahl
von Patienten, meist 50 bis 5000, unter strenger Berücksichtigung statistischer Prinzipien der
Nachweis der Wirksamkeit und der Sicherheit des neuen Medikamentes erbracht werden.
Zusammen mit einer Dosis-Wirkungs-Beziehung sowie einer Kosten-Nutzen-Relation wird
dann als Voraussetzung einer Phase IV-Studie die Zulassung des neuen Medikamentes
beantragt. Nach erfolgter Zulassung wird dann eine Phase IV-Studie, sog. Anwendungsbeobachtung, an einem großen Patientenkollektiv (mehr als 5000 Individuen) durchgeführt.
Alle wichtigen Aspekte, die bei der Planung und Durchführung der verschiedenen klinischen
Studien zu berücksichtigen sind, werden in Richtlinien beschrieben. Das gesamte Regelwerk
Literaturübersicht
25
wird in Qualitätsrichtlinien (sog. „Q-Topics“; z. B. zur Arzneimittelherstellung), Sicherheitsrichtlinien (sog. „S-Topics“; z. B. bei der präklinischen Prüfung), Effektivitätsrichtlinien
(E-Topics) und multidisziplinären Richtlinien (M-Topics) eingeteilt. Die E-Topics enthalten
12 Hauptrichtlinien, von denen die Einzelrichtlinien „E6: Good Clinical Practice“ und „E9:
Statistical Principles for Clinical Trials“ die bekanntesten sind. Diese Richtlinien setzen
Qualitätsstandards für die Planung, Durchführung und Auswertung von klinischen Studien
und wurden zuletzt 1996 auf einer internationalen Konferenz modifiziert und für die USA,
Europa und Japan in ihrer Gültigkeit bestätigt. Wesentlicher Bestandteil in der Organisation
einer Klinischen Studie ist das Studienprotokoll, in dem im Vorhinein, also prospektiv, alle
wesentlichen Belange der Planung, Durchführung und Auswertung der Studie festgelegt
werden.
2.3.1
Klinisch kontrollierte Studien in der Veterinärmedizin
Klinische Studien in der Veterinärmedizin werden in Anlehnung an die Richtlinien in der
Humanmedizin geplant, durchgeführt und ausgewertet. Dies wird auch von den Aufsichtsbehörden für die Zulassung von Veterinärarzneimitteln vorausgesetzt. Die spezifischen
Verhältnisse in der Tiermedizin sind zu berücksichtigen; insbesondere die ethische
Verantwortung des Tierarztes dem Tier gegenüber. Ein erkranktes Tier kann nicht in
ähnlicher Weise wie ein menschlicher Patient in die organisatorischen Belange einer
klinischen Studie z. B. hinsichtlich der Einverständniserklärung, der Blindung und der
Untersuchungsparameter mit einbezogen werden kann (Pitson und Fyles, 2000). So versteht
man unter einer doppelblinden Studienstrategie in der Humanmedizin, daß weder der Patient,
noch der behandelnde Arzt das Therapeutikum kennt, während in der Tiermedizin die
Bezeichnung „doppelblind“ sich auf den Patientenbesitzer und den behandelnden Tierarzt
bezieht. Für Studien im Bereich der Veterinäronkologie geben Teske und Lehmann (2000)
folgende Vorgaben für das Studienprotokoll:
- Präambel und Einleitung
- Darstellung des Standes der Forschung
- Definition der Beobachtungseinheit und Festlegung der Ein- und Ausschlußkriterien
- Angaben zum Studiendesign, zur Randomisierung und Stratifizierung
- Behandlungsplan und Überlegungen zur Sicherheit der verwendeten Arzneimittel
Literaturübersicht
26
- Definition aller Meßgrößen (klinische Untersuchungen, Laboruntersuchungen und Nachkontrollen)
- Definition der Kriterien zur Beurteilung des Therapieerfolges
- Formblätter und Vorgehensweise zur Datenerhebung
- Statistische Methoden
- Verantwortlichkeiten (Projektleiter, Monitor, Statistiker)
- Publikation der Ergebnisse.
2.3.2
Phase I-Studien in der Veterinärmedizin
Wie in der Humanmedizin sind auch bei veterinärmedizinischen Phase I-Studien die
Verträglichkeitsprüfung und die Festlegung einer Maximal Tolerierten Dosis (MTD)
wesentlicher Inhalt. Das zu prüfende Medikament wird in dieser Phase erstmals an der
Zielspezies angewandt. Dazu können Versuchstiere dieser Spezies oder Patienten bzw. nicht
erkrankte Tiere dieser Spezies verwendet werden (Teske und Lehmann, 2000). Besondere
Wichtigkeit hat daher in einer Phase I-Studie die möglichst umfassende Erfassung und
Bewertung von Nebenwirkungen der Prüfsubstanz. Auch für die Tiermedizin wird die in
diesem Zusammenhang in der Humanmedizin geführte Diskussion, inwieweit eine neue
Therapie einen Einfluß auf die Lebensqualität des Patienten hat, immer wichtiger (Pitson und
Fyles, 2000). Um eventuelle toxische Effekte eines neuen Therapeutikums zu dokumentieren,
existieren eine Vielzahl von Protokollen und Schemata. Durchgesetzt haben sich insbesondere
der 1994 von der Weltgesundheitsorganisation (WHO) publizierte Nebenwirkungskatalog und
die 1999 vom National Cancer Institute (NCI) der US-amerikanischen Gesundheitsbehörde
herausgegebenen Common Toxicity Criteria (CTC). Die WHO-Tabelle ist für alle Arten von
klinischen Studien einsetzbar und umfasst einen fest vorgegebenen Katalog von Parametern,
während die CTC speziell für onkologische klinische Studien entworfen wurden und das
Hinzufügen und Weglassen von Untersuchungsparametern zulässt (WHO, 1994; NCI, 1999).
Wesentliche Kriterien der CTC wie z. B. der von Karnofsky et al. (1948) entwickelte Index
zur Einschätzung der Lebensqualität eines Patienten oder die Einteilung in vier
Toxizitätsgrade wurden nach entsprechender Modifikation der humanmedizinischen Vorlage
schon bei verschiedenen Untersuchungen in der tiermedizinisch-klinischen Forschung
eingesetzt (Kuffer, 1996; Ogilvie et al., 2000).
Material und Methoden
3
Eigene Untersuchungen
3.1
Material und Methoden
3.1.1
Patientenbesitzer-Tierarzt-Interaktion
27
Um die Studie den praktischen Tierärzten vorzustellen, wurden im Umkreis von München
200 Tierärzte über die Studie schriftlich informiert (Anhang 9.1), ferner wird die Studie im
Internet (www.fibrosarkom.de) vorgestellt. Es wurden Artikel über die Studie veröffentlicht
und Vorträge über das Thema Gentherapie zur Behandlung von Fibrosarkomen gehalten. Da
im Patientengut der I. Medizinischen Tierklinik und der Chirurgischen Tierklinik der
Universität nur eine geringe Anzahl von Fibrosarkom-kranken Katzen zur Verfügung standen,
war die Studie auf die Überweisungen der praktischen Tierärzte angewiesen. 21 der 27 in die
Studie aufgenommen Patienten wurden von praktischen Tierärzten in die I. Medizinische
Tierklinik zur Gentherapie überwiesen, fünf Patienten waren vom Patientengut der
I. Medizinischen oder Chirurgischen Tierklinik, ein Patientenbesitzer wurde durch das
Internet auf die Studie aufmerksam.
Zehn der 27 in die Studie aufgenommen Patienten waren direkt aus München, neun Katzen
kamen aus dem Umkreis von München und acht Patienten kamen aus anderen bayerischen
Bezirken. Vier Patienten kamen aus Baden-Württemberg und ein Patient aus Innsbruck,
Österreich.
Die Verfasserin war als betreuende Tierärztin direkte Ansprechpartnerin sowohl für die
überweisenden Tierärzte als auch für die Patientenbesitzer. Viele Tierärzte informierten sich
telefonisch über diese Studie. Einige Tierärzte überwiesen drei bis vier Katzen zur
Gentherapie. In vielen Fällen konnte bereits telefonisch geklärt werden, ob die Einschlußkriterien erfüllt werden und die betreffenden Katzen als Studienpatienten in Frage kommen.
Die überweisenden Tierärzte wurden über die Aufnahme des Patienten in die GentherapieStudie, den stationären Aufenthalt und auch im weiteren Verlauf der Untersuchungen über
den Zustand des Patienten informiert. Die praktischen Tierärzte erhielten für jede
Überweisung eines aufgenommenen Patienten eine Aufwandsentschädigung von DM 150,überwiesen. Alle Tierbesitzer erklärten sich im Rahmen des Aufklärungs-gesprächs bereit, die
Material und Methoden
28
Nachuntersuchungstermine einzuhalten. Während des klinischen Aufenthalts der Katzen
wurden die Besitzer jeden zweiten Tag telefonisch über das Befinden ihrer Katzen informiert.
Zwischen den Nachkontrollen d90, d180, d270 und d360 wurden die Besitzer telefonisch über
das Befinden der Katzen befragt. Bei Verdacht auf Rezidiv oder bei schlechtem
Allgemeinbefinden der behandelten Katzen nahmen die Besitzer Kontakt mit der betreuenden
Tierärztin auf.
3.1.2
Ein- und Ausschlußkriterien
Folgende Kriterien mußten für die Aufnahme in die Studie erfüllt werden:
•
Es
mußte
ein
histologisch
oder
zytologisch
gesichertes
felines
Fibrosarkom
(Erstmanifestation oder Rezidiv) am Rumpf oder rumpfnah vorliegen. Da die endgültige
Diagnose „Fibrosarkom“ erst anhand der pathologisch-histologischen Untersuchung des
bei der Operation resezierten Gewebeblocks gestellt werden konnte, wurden die Tiere
zunächst vorläufig in die Studie aufgenommen. Der Verdacht auf Fibrosarkom wurde
mittels Histologiebefunde von Primärtumoren bzw. Rezidiven durch die Aspirationszytologie, Palpation des Tumors und das Wachstumsverhalten des Tumors erhoben.
•
Das Tier mußte ein gutes Allgemeinbefinden zeigen, mit einer Lebenserwartung von mehr
als einem Jahr.
•
Es durften keine Anzeichen von Metastasen vorliegen.
•
Das Fibrosarkom mußte in einer Sitzung vollständig entfernbar sein.
•
In den letzten acht Wochen durften keine Immunsuppressiva (z. B. Kortikosteroide)
verabreicht worden sein.
•
Es durfte zuvor keine Radiotherapie, Chemotherapie oder Gentherapie durchgeführt
worden sein.
•
Es durften in der Anamnese keine anderen Krebskrankheiten vorgelegen haben.
•
Das Tier durfte nicht trächtig sein.
Material und Methoden
29
Eine Katze konnte nicht aufgenommen werden, wenn:
•
Der Tumor nicht eindeutig als Fibrosarkom bestimmt werden konnte.
•
Das Fibrosarkom an Kopf, Gliedmaßen oder Schwanz lokalisiert war.
•
Das Tier schlechtes Allgemeinbefinden zeigte oder an einer schwerwiegenden Krankheit
wie Diabetes mellitus, Herz- oder Niereninsuffizient erkrankt war.
•
Wenn Metastasen vorlagen.
•
In den letzten acht Wochen Immunsuppressiva (z. B. Kortikosteroide) verabreicht wurden.
•
Das Fibrosarkom nicht in einer Operation vollständig entfernbar schien.
•
Zuvor Radiotherapie, Chemotherapie oder Gentherapie durchgeführt wurden.
•
Weitere Krebserkrankungen vorlagen.
•
Die Katze trächtig war.
•
Das Tier zu aggressiv war.
3.1.3
Untersuchung auf Toxizität
Die Common Toxicity Criteria (CTC-Tabelle) Version 2.0, herausgegeben im April 1999
vom National Cancer Institute (NCI), wurde als Grundlage der in dieser Arbeit verwendeten
modifizierten CTC-Tabelle herangezogen. Mittels der CTC-Tabelle kann eine qualitative
Einordnung der beobachteten Toxizität erfolgen. Die WHO-Tabelle aus dem Jahre 1994
wurde nicht als Grundlage herangezogen, da sie schwer auf die Bedürfnisse und das
Verhalten der Tiere übertragbar war. Die WHO-Tabelle war, da sie weder das Hinzufügen
noch das Weglassen von Merkmalen vorsieht, zu starr und konnte somit den Ansprüchen
dieser Studie nicht angepaßt werden.
Die CTC-Tabelle der Humanmedizin wurde als Grundlage verwendet und für die Tiermedizin
modifiziert. Es wurden einige Parameter hinzugefügt und einige gestrichen, da sie nicht auf
Material und Methoden
30
die Tiermedizin übertragbar waren (z. B. Erinnerungs-, Gehör- und Sprachvermögen,
Gedächtnisverlust, Schlaflosigkeit). Ferner wurden weitere Parameter z. B. Haarausfall,
Nagelveränderungen, Muskelschmerz, Libido, Unfruchtbarkeit, Schüttelfrost nicht beurteilt.
63 beim Tier bestimmbare, mögliche Nebenwirkungen wurden ausgesucht (Tabelle 1). Es
wurden noch vier weitere, in der Tiermedizin wichtige Parameter hinzugefügt z. B kapilläre
Füllungszeit, Schleimhautfarbe, Hämatokrit und Palpation des Abdomens. Als Referenzwerte
wurden die von Kraft und Dürr (1999) und Hartmann (1990) definierten Werte herangezogen.
Diese Blutwerte wurden auf die Gradzahlen der CTC-Tabelle übertragen. Weitere Parameter,
deren Bestimmung jedoch stark von der Untersuchungssituation beeinflußt wird (z. B. Herzfrequenz, Atemfrequenz), wurden zwar regelmäßig bestimmt und dokumentiert, wurden
jedoch in der CTC-Tabelle nicht berücksichtigt.
Zur Beurteilung des Allgemeinbefindens wurde der modifizierte Karnofsky-Index von Kuffer
(1996) verwendet. Karnofsky et al. (1948) entwickelten den Leistungsindex zur Beurteilung
von Lungenkrebspatienten. Er dient zur Beschreibung des Befindens der Patienten. Dabei
wurden Schmerz, Appetit, Wohlbefinden usw. von den Patienten selbst beurteilt. Im
modifizierten Karnofsky-Index nach Kuffer (1996) müssen die Tierärzte bzw. die Besitzer
diese Kriterien beurteilen. Es wurden dabei spezielle Verhaltensmuster, Funktionskreise und
Lebensgewohnheiten der Katze berücksichtigt.
Einteilung in CTC-Toxizitätsgrade
Die Schwere der Toxizität wird in der CTC-Tabelle in fünf Gradstufen (von 0 bis 4)
eingeteilt:
•
CTC-Grad „null“: Keine Toxizität, der gemessene Parameter liegt im Referenzbereich.
•
CTC-Grad „eins“: Geringfügige Toxizität, die vorübergehend ist, der gemessene
Parameter liegt außerhalb des Referenzbereiches, aber es ist keine Behandlung
erforderlich.
•
CTC-Grad „zwei“: Mäßige Toxizität, kann durch eine schwache therapeutische
Maßnahme abgemildert werden.
•
CTC-Grad „drei“: Schwerwiegende Toxizität, der gemessene Parameter liegt deutlich
außerhalb des Refernzbereiches, eine therapeutische Intervention und eventuelles
Hospitalisieren sind erforderlich.
Material und Methoden
•
31
CTC-Grad „vier“: Lebensbedrohliche Toxizität, der gemessene Parameter liegt weit
außerhalb des Referenzbereiches, ein Hospitalisieren ist unumgänglich.
Einteilung in CTC-Korrelationsgrade
Die Ergebnisse der klinischen und hämatologischen Untersuchungen werden in die CTCTabelle eingetragen und der Toxizitätsgrad ermittelt. Weiterhin muß entschieden werden,
inwieweit die beobachtet Toxizität mit der zu prüfenden Therapie korreliert (CTCKorrelationsgrad). Alle Symptome und Veränderungen in der Allgemeinuntersuchung oder in
der Blutuntersuchung, die eventuell im Zusammenhang mit der Therapie stehen, müssen
bewertet werden. Die Wahrscheinlichkeit der Korrelation zwischen beobachteter Toxizität
und Prüftherapie werden in fünf Grade eingeteilt.
•
Korrelationsgrad „fünf“: Es ist sicher, daß die aufgetretenen Nebenwirkungen in
Verbindung mit der Therapie stehen.
•
Korrelationsgrad „vier": Die Nebenwirkungen stehen wahrscheinlich mit der Therapie in
Verbindung.
•
Korrelationsgrad „drei“: Die Nebenwirkungen sind vielleicht auf die Therapie
zurückzuführen.
•
Korrelationsgrad „zwei“: Die Nebenwirkungen sind wahrscheinlich nicht mit der Therapie
in Verbindung zu bringen.
•
Korrelationsgrad „eins“: Die Nebenwirkungen stehen sicher nicht mit der Therapie in
Verbindung.
Material und Methoden
32
Tabelle 1: Parameter der CTC-Tabelle und CTC-Toxizitätsgrade
Grade
Nebenwirkung
0
1
2
3
4
Immunsystem
Hypersensivität
keine
vorübergehender Urticaria, Fieber
symptomatischer Anaphylaxie
Hautausschlag,
aufgrund des
Bronchospasmus
Fieber aufgrund
injizierten
parenterale
des injizierten
Medikaments
Medikation
Medikaments
> 39,5 °C
erforderlich, mit
< 39,5 °C
oder ohne
Urticaia,
allergiebedingtes
Ödem
Blut
Hämoglobin
9,0 – 15,0
7,0 – < 9,0
5,0 – < 7,0
3,5 – < 5,0
< 3,5
Hämatokrit [%]
30 – 44
22 – < 30
13 – < 22
10 – < 13
< 10
Thrombozytose
180 – 550
> 550 – 1000
> 1000
-
-
180 – 550
90 – < 180
30 – < 90
10 – < 30
< 10
6 – 11
4,5 – < 6,0
2,0 – < 4,5
0,5 – < 2,0
< 0,5
1000 – 4000
> 4000 – 10 000
> 10 000
-
-
1000 – 4000
800 – < 1000
500 – < 800
< 500
-
[g/dl]
9
[x10 /l]
Thrombozyto9
penie [x10 /l]
Leukozytopenie
9
[x10 /l]
Lymphozytose
[x109/l]
Lymphozyto9
penie [x10 /l]
Material und Methoden
33
Grade
Nebenwirkung
0
1
2
3
4
Stabkernige
0 – 600
> 600 – 3 000
> 3 000
-
-
3000 – 11 000
2000 – < 3000
1000 – < 2000
500 – < 1000
< 500
40 – 600
> 600 – 3000
≥ 3000
-
-
< zwei Sekunden ≥ zwei Sekunden -
-
-
Schleimhaut-
blaßrosa -
andere
-
farbe
rosarot
Neutrophilie
[x106/l]
Segmetkernige
Neutropenie
[x106/l]
Eosinophilie
6
[x10 /l]
Herz-Kreislauf-System
Kapilläre
Füllungszeit
-
blaß, gerötet
Verfärbungen
Konstitution
Modifizierter
90 – < 100;
60 – <90;
Karnofsky-Index
geringgradig
reduziert, Spiel-, hochgradig ge-
Seitenlage, akute
nach Kuffer [%]
gestört, jedoch
Sozial- und
störtes Allge-
Lebensgefahr.
– Allgemein-
keine Änderung
Freßverhalten
meinbefinden,
befinden
der Aktivität.
reduziert. Die
gestörtes Spiel-
Die Katze zeigt
Aktivität ist
und Sozial-
Körpertem-
100; ungestört
38,0 – 39,0
normales Sozial- eingeschränkt.
verhalten, keine
Freß- und
Futteraufnahme,
Ruheverhalten.
pflegebedürftig.
> 39.0 – 39,5
> 39,5 – 40,5
peratur [°C]
Gewichtszunahme [%]
<5
10 – <60;
5 – 10
> 10 – 20
< 10;
> 40,5 °C unter
> 40,5 °C über
24 Stunden
24 Stunden
> 20
-
Material und Methoden
34
Grade
Nebenwirkung
0
1
2
3
4
Gewichtsab-
<5
5 – 10
> 10 – 20
> 20
-
-
nahme [%]
Haut
Reaktionen an
keine Haut-
Schmerz,
Schmerz oder
schwere
der Injektions-
reaktionen
Juckreiz, oder
Schwellung mit
Ulzerationen
Erythem
Entzündung
oder Nekrosen,
stelle
Operation
erforderlich
Infizierte Wund- keine Hautver-
Gewebsent-
oberflächliche
starke Infektion,
in die Tiefe
heilungsstör-
zündung
Infektion
Antibiotika
reichende
erforderlich
Wundinfektion
änderungen
ungen
(unspezifische
Entzündungszeichen)
Nicht infizierte
keine Haut-
Wundränder
Wundränder
Wundränder
Wundränder
Wundheilungs-
veränderungen
klaffen
klaffen, die
klaffen, die
klaffen, die
geringgradig
Faszie ist noch
Faszie ist mit-
Faszie ist mit-
intakt
betroffen, es sind betroffen und
störungen
keine Ein-
Eingeweide sind
geweide vor-
vorgefallen
gefallen
Magen-Darm-Trakt
Anorexie
keine
geringer Appetit
mit der Hand
Zwangsfütterung parenterale
zufüttern
Ernährung
notwendig
erforderlich
Material und Methoden
35
Grade
Nebenwirkung
0
1
2
3
4
Obstipation
keine
Futterum-
Abführmittel
Obstipation
Koprostase oder
stellung, weiche
erforderlich
erfordert
toxisches
Diätfütterung,
manuelle
Megakolon
stuhlerweich-
Entleerung oder
ende Futterzu-
Einlauf
satzstoffe z. B.
Parafinöl
Diarrhoe
keine
weicher
weicher
wässriger Stuhl-
Stuhlgang < 4x
Stuhlgang ≥ 4x
gang ≥ 4 Stuhl-
Stuhlgang/Tag
Stuhlgang/Tag
gang/ Tag,
-
Infusiontherapie
erforderlich und/
oder Elektrolytsubstitution
Emesis
keine
1x in 24 Stunden 2 - 5x in 24
Stunden
≥ 6x in 24
Parenterale
Stunden,
Ernährung
Infusionstherapie erforderlich,
erforderlich
Volumenmangelschock
Palpation des
unauffällig
-
Abwehr-
Abwehr-
Schmerz-
spannung
bewegung
äußerung
-
stark, Trans-
Unstillbare
Transfusion er-
fusion erforder-
Blutung,
forderlich
lich
Transfusion
Abdomens
Blutungen
Epistaxis
keine
schwach, keine
erforderlich
Hematemesis
keine
schwach, keine
-
stark, Trans-
Unstillbares
Transfusion er-
fusion erforder-
Bluterberchen,
forderlich
lich
Transfusion
erforderlich
Material und Methoden
36
Grade
Nebenwirkung
0
1
Melaena
keine Blut im
Stuhl
2
3
4
schwach, keine
stark, Trans-
Unstillbare
Transfusion er-
fusion erforder-
Blutung,
forderlich
lich
Transfusion
erforderlich
Leber
Aspartat-Amino- ≤ 30
≤ 2,5x OR
> 2,5 – 5x OR
> 5 – 20x OR
> 20x OR
≤ 70
≤ 2,5x OR
> 2,5 – 5x OR
> 5 – 20x OR
> 20x OR
≤ 3,4
> 3,4 – 33,9
> 33,9 – 67,8
> 67,8 – 101,7
> 101,7
26 – 56
22 – < 26
18 – < 22
< 18
-
Transferase
[IU/l]
Alanin-AminoTransferase
[IU/l]
Hyperbilirubinämie
[µmol/l]
Hypoalbuminämie [g/dl]
Stoffwechsel
Hypertri-
0,29 – 3,88
≤ 2,5x OR
> 2,5 – 5x OR
> 5 – 10x OR
> 10x OR
3,1 – 6,9
≤ 2,5x OR
> 2,5 – 5x OR
> 5 – 10x OR
> 10x OR
≤ 340
> 340
-
-
-
glyzeridämie
[mmol/l]
Hyperglykämie
[mmol/l]
Fruktosamin
[µmol/l]
Material und Methoden
37
Grade
Nebenwirkung
0
1
2
3
4
Nervensystem
Ataxie
Somnolenz
keine
geringgradige
milde
mittelgradige
kein
Bewegungs-
Symptome, mit
Symptome, mit
Symptome,
Stehvermögen
störungen
Beeinträchtigung Störung des
starkes
mehr
des Bewegungs-
Bewegungs-
Schwanken,
ablaufes
ablaufes
umfallen
-
Bewußtseins-
Benommenheit,
Koma, kein
störung,
Aufwecken
Aufwecken mehr
Sedation
möglich
möglich
volles
Bewußtsein
Nystagmus
nicht vorhanden
vorhanden
-
-
-
Synkope
nicht vorhanden
vorhanden
-
-
-
Tremor
nicht vorhanden
mild und kurz,
mittelgradig,
hochgradig,
-
anhaltend oder
keine Störung
Störung der
periodisch
der physiolo-
physiologischen
gischen Aktivität Aktivität
Auge
Katarakt
nicht vorhanden
milde Symptome mittelgradige
Erblindung
-
Erblindung
-
-
-
Symptome
Konjunktivitis
nicht vorhanden
milde Symptome mittelgradige
Symptome
Trockenes Auge
normal
milde Sym-
mittelgradige
ptome, keine
Symptome,
Behandlung
medikamentelle
erforderlich
Behandlung
erforderlich
Material und Methoden
38
Grade
Nebenwirkung
0
1
Keratitis
nicht vorhanden
milde Symptome mittelgradige
Tränende Augen nicht vorhanden
2
3
4
hochgradige
-
Symptome
Symptome
mild Symptome,
mittelgradige
-
-
keine Beeinflus-
Symptome, Be-
sung der Funk-
einflussung der
tion des Auges
Augenfunktion
Apnoe
Apnoe vor-
episodenhaft
handen, dauer-
vorhanden
haft, Intubation
Lunge
Apnoe
nicht vorhanden
-
-
und Beatmung
erforderlich
Tussis
keine
schwache
mäßige Sym-
schwerer Husten, -
Symptome
ptome, Therapie
therapeutisch
erforderlich
nicht zu beeinflussen
Dyspnoe
normale Atmung -
Dyspnoe in
Dyspnoe in Ruhe -
Bewegung
Auskulation
kein Atem-
röntgenologische röntgenologische röntgenologische röntgenologische
geräusch
Veränderungen,
Veränderungen,
Veränderungen,
Veränderungen,
klinisch ohne
klinische Sym-
deutliche klin-
schwere klin-
Symptome,
ptome, Steroide
ische Sym-
ische Sym-
geringgradiges
oder Diuretika
ptome, Steroide
ptome, Steroide
Atemgeräusch
erforderlich
Diuretika und
Diuretika, Sauer-
mittelgradiges
Sauerstoff-
stoffbehandlung
Atemgeräusch
behandlung
und Intubation
erforderlich,
erforderlich,
deutlich
hochgradiges
obstruktives
Atemgeräusch
Atemgeräusch
Material und Methoden
39
Grade
Nebenwirkung
0
1
2
3
4
Pneumothorax
kein
Pneumothorax
Pneumothorax
Pneumothorax
Spannungs-
vorhanden, keine vorhanden,
vorhanden,
pneumothorax
Intervention
Thoraxdrainage
Operation
erforderlich
erforderlich
erforderlich
Niere
0 – 168
≤ 1,5x OR
> 1,5 – 3x OR
> 3 – 6x OR
> 6x OR
Hämoglobinurie
nicht vorhanden
vorhanden
-
-
-
Inkontinenz
keine
-
-
unkontrollierter
-
Kreatinin
[µmol/l]
Harnabsatz
Nierenversagen
kein
-
-
Nierenversagen
Nierenversagen
reversibel nach
irreversibel nach
Infusionstherapie Infusionstherapie
Harnabsatz
Harnretention
normal
normal
vermehrter Harn- vermehrter Harn- absatz ≤ 2x
absatz > 2x
häufiger als
häufiger als
normal
normal
-
Katheterisierung
Katheterisierung
≤ 4x pro Woche
> 4x pro Woche
-
Blasenruptur
Elektrolyte
Hyperphosphat-
1,0 – 2,4
> 2,4 – 2,6
> 2,6 – 3,0
> 3,0 – 3,5
> 3,5
1,0 – 2,4
0,8 – < 1,0
0,6 – < 0,8
0,3 – < 0,6
< 0,3
ämie [mmol/l]
Hypophosphatämie [mmol/l]
Material und Methoden
40
Grade
Nebenwirkung
0
1
2
3
4
Hyperchlorämie
100 – 124
> 124 – 130
> 130 – 135
> 135 – 140
>140
100 – 124
95 – < 100
85 – < 95
80 – < 85
< 80
146 – 165
> 165 – 170
> 170 – 175
> 175 – 180
> 180
146 – 165
130 – < 146
-
120 – < 130
< 120
3,5 – 5,6
> 5,6 – 6,0
> 6,0 – 6,5
> 6,5 – 7,5
> 7,5
3,5 – 5,6
3,0 – < 3,5
-
2,5 – < 3,0
< 2,5
2,3 – 3,0
> 3,0 – 3,2
> 3,2 – 3,4
> 3,4 – 3, 6
> 3,6
2,3 – 3,0
2,0 – < 2,3
1,75 – < 2,0
1,5 – < 1,75
< 1,5
1,5 – < 3,5
0,1 – < 1,5
< 0,1
[mmol/l]
Hypochlorämie
[mmol/l]
Hypernatriämie
[mmol/l]
Hyponatriämie
[mmol/l]
Hyperkaliämie
[mmol/l]
Hypokaliämie
[mmol/l]
Hyperkalzämie
[mmol/l]
Hypokalzämie
[mmol/l]
Rotes Blutbild
Erythrozyten
5,0 – 10,0
3,5 – < 5,0
6
[1x10 /l]
C = Celsius, dl = Deziliter; g = Gramm; IU = Internationale Einheit (unit); l = Liter;
µmol = Mikromol; mmol = Millimol; OR = Oberer Referenzbereich
Material und Methoden
3.1.4
41
Initialer Klinikaufenthalt (d0 - d8)
Adeno- Adeno- Adenovirusvirusvirusinjektion injektion injektion
Adeno- Adenovirusvirusinjektion injektion
Aufnahme
Tag 0 Tag 1
Entlassung
Tag 2
Tag 3 Tag 4 Tag 5
Tag 6
Operation
Stationäre Aufnahme
Abbildung 1: Zeitplan während des initialen Klinikaufenthalts
Tag 7
Tag 8
Material und Methoden
42
Tabelle 2: Behandlungsplan (d0 - d8)
Tage
Maßnahme Dienstag
d0
Ablauf
Donnerstag Freitag
Samstag/
Sonntag
Montag
Dienstag
Mittwoch
d1
d2
d4/d5
d6
d7
d8
d3
VorstelOperation
lung in der in der
I. MTK
CTK
Injektion
von
Adenoviren
Klinische
Untersuchung
Mittwoch
Injektion
1
einmal
Blutuntersuchung
Entlassung
Injektion
2
Injektion
3
Injektion
4
Injektion
5
vor-/nach einmal
Operation
Fotodokumentation
einmal
einmal
einmal
einmal
einmal
Fotodokumentation
großes
Blutbild
großes
Blutbild
großes
Blutbild
großes
Blutbild
großes
Blutbild
großes
Blutbild
klinischchemische
Blutuntersuchung
klinischchemische
Blutuntersuchung
klinischchemische
Blutuntersuchung
klinischchemische
Blutuntersuchung
klinischchemische
Blutuntersuchung
klinischchemische
Blutuntersuchung
IL-2-Bestimmung
IL-2-Bestimmung
IL-2-Be- IL-2-Bestimmung stimmung
IL-2-Be- IL-2-Bestimmung stimmung
CTK = Chirurgische Tierklinik; d = Tag; I. MTK = I. Medizinische Tierklinik;
IL-2 = Interleukin-2
- Dienstag: (d0) Tag der stationären Aufnahme der Katzen
Zuerst wurde das Tier klinisch untersucht und die Anamnese aufgenommen. In der Anamnese
wurde besondere Aufmerksamkeit auf die Tumorerkrankung gelegt und der Besitzer über das
Wachstumsverhalten des aktuellen Tumors sowie bei Rezidiven über den Verlauf der
gesamten Tumorerkrankung befragt. Zur Charakterisierung des aktuellen Tumors wurde
Lage, Größe und Beschaffenheit des Tumors genau untersucht. Die Umgebung des Tumors
und die gesamte Katze wurden nach weiteren Tumoren und auf das Vorliegen von Metastasen
Material und Methoden
43
untersucht. Die klinische Untersuchung umfaßte den Allgemeinzustand, das Verhalten, die
Atem- und Herzfrequenz, die Auskultation von Lunge und Herz, die Körpertemperatur, das
Gewicht, die Schleimhautfarbe, die kapilläre Füllungszeit und die Lymphknotenpalpation.
Nach der Allgemeinuntersuchung und der Blutentnahme wurde von der betreuenden
Tierärztin ein Beratungs- und Aufklärungsgespräch mit den Besitzern geführt. Die Besitzer
wurden über die organisatorischen und wissenschaftlichen Aspekte der Studie informiert. Die
organisator-ischen Aspekte betrafen die Aufklärung über die Phase I-Studie, den stationären
Aufenthalt von neun Tagen in der I. Medizinischen Tierklinik, sowie die Nachuntersuchungstermine. Die Besitzer wurden darauf hingewiesen, daß bei Nichteinhalten der
Nachuntersuchungstermine die bisherigen Kosten (Operations- und Behandlungskosten) in
Rechnung gestellt werden können. Desweiteren wurden die Besitzer über das Narkoserisiko
aufgeklärt. Der wissenschaftliche Aspekt des Beratungs- und Aufklärungsgespräch umfaßte
die Grundlagen der Gentherapie, Informationen über das Fibrosarkom und die Ziele der
Immuntherapie. Die Einwilligungserklärung (Anhang 9.3) mußte von den Besitzern
unterschrieben werden, ferner wurde ihnen Informationsmaterial über die Studie mitgegeben
(Anhang 9.2). Von den Patienten wurden Röntgenaufnahmen des Thorax (rechts- und
linksanliegend) und des Abdomens in latero-lateralem Strahlengang angefertigt.
Vollblutgewinnung:
Die Blutprobenentnahme erfolgte aus einem, in der Vena cephalica antebrachii oder der Vena
saphena, zuvor gelegten Venenverweilkatheter (Vasofix; 0,9x25 mm; Braun; Melsungen).
Die Katzen wurden zur Blutentnahme meist manuell fixiert. Zur Gewinnung von Vollblut floß
das Blut langsam in ein 2 ml Kalium-EDTA-beschichtetes Röhrchen (Sarsted; Nümbrecht).
Es wurden folgende Parameter aus EDTA-Blut in der I. Medizinischen Tierklinik bestimmt:
Großes Blutbild: Leukozytenzahl, Erythrozytenzahl, Thrombozytenzahl, Hämatokrit,
Hämoglobin. Ein Differentialblutbild wurde mittels Blutausstrich angefertigt. Ein zusätzliches
Kalium-EDTA-beschichtes Röhrchen mit Vollblut wurde nach Straßburg, Frankreich zur
Firma Tansgène zur IL-2-Messung sowie zur Bestimmung zusätzlicher immunologischer
Parameter gesendet. Diese Röhrchen wurden bis zum Versand im Kühlschrank bei 4 °C
aufbewahrt und mit einem Kurierdienst (Transportdauer 24 Stunden) zur Firma Transgène
gesandt.
Material und Methoden
44
Serumgewinnung:
Die Gewinnung von Serum erfolgte anhand eines 5-ml-Serumröhrchen (Sarsted; Nümbrecht).
Es wurden folgende klinisch-chemische Parameter aus dem Serum in der I. Medizinischen
Tierklinik bestimmt: Kreatinin, Harnstoff, Gesamtbilirubin, Gesamteiweiß, Aspartat-AminoTransferase (AST), Alanin-Amino-Transferase (ALT), Glukose, Fruktosamin, Kalzium,
Triglyzeride, Albumin, Phosphat, Chlorid, Natrium, Kalium, Thyroxin (T4), FeLV- und
FIV-Test.
Protokollführung:
Es wurde ein ausführliches Protokoll über die Untersuchungen und Untersuchungsergebnisse
angefertigt. Diese Ergebnisse wurden in Erhebungsbögen (Anlage 11.4) erfaßt.
- Mittwoch (d1) Tag der Operation
Die Katzen wurden in die Chirurgische Tierklinik verlegt. Einleitungsanästhesie: Diazepam
0,2 mg/kg KGW, i. v. (Diazepam-Ratiopharm 10; Ratiopharm; Ulm) + Propofol
6 – 8 mg/kg KGW, i. v. (Rapinovet; Essex; München), oder Ketaminhydrochlorid 20 mg/kg
KGW, s. c. (Ketavet; Pharmacia & Upjohn GmbH; Erlangen) + Xylazinhydrochlorid
1 - 2 mg/ kg KGW, s. c. (Rompun; Bayer; Leverkusen). Operationsvorbereitung: Das
Operationsgebiet wurde großflächig ausgeschoren und mit einem Propanol-BiphenylolHautantiseptikum (Kodan; Schülke & Mayr; Norderstedt) desinfiziert.
Dauernarkose: Sauerstoff (medizinischer Sauerstoff; Linde; Höllriegelskreuth) und
Stickoxydul (Lachgas N2O; Linde; Höllriegelskreuth) im Verhältnis 1 : 2, dazu nach
Wirkung 1,0 - 3,0 % Isofluran (Iso Flo; Essex; München)
Tumorexstirpation: Alle Tiere wurden nach dem selben Operationsprinzip und von dem
selben Chirurgen (Professor Dr. R. Köstlin) operiert. Die Haut wurde ellipsoid um dem
Tumor eröffnet. Ziel der Tumorexstirpation war die chirurgische „En-bloc-Resektion“ 3 cm in
alle Richtungen im gesunden Gewebe. Unter einer „En-bloc-Resektion“ versteht man den
Tumor im Zusammenhang der bedeckenden Haut, Muskulatur und der Faszie zu entnehmen
Aufgrund der Lage mancher Tumoren konnte nicht immer eine ausreichende Resektionstiefe
erreicht werden. In diesen Fällen wurde meist nur die darunterliegende gesunde
Gewebeschicht mit entfernt. Die Naht erfolgte in einer Drei-Schicht-Naht. Als Nahtmaterial
Material und Methoden
45
wurden ein Polyglactin-Faden 2-0, V326 (Vicryl; Ethicon; Norderstedt) und ein
Polypropylen-Faden
4-0,
EH
7692
(Prolene;
Ethicon;
Norderstedt)
verwendet.
Das Wundgebiet wurde vor, eventuell während und nach der Operation fotografiert.
Tumoraufbereitung: Der Tumor wurde nach der Entnahme in der Mitte durchgeschnitten, von
den Schnittflächen eine Probe (Abkratzpräparat) zur zytologischen Untersuchung entnommen,
eine Hälfte des Tumors eingefroren und die andere Hälfte in das Institut für Tierpathologie
(Vorstand: Prof. Dr. W. Hermanns) zur histopathologischen Untersuchung überwiesen.
Postoperative Phase:
Die noch in Narkose liegenden Katzen wurden sofort nach der Operation in die
I. Medizinische Tierklinik zurückverlegt. Die Aufwachphase wurde genau überwacht und
protokolliert. Die Katzen erhielten insgesamt 250 - 300 ml Ringer Infusion i. v. (RingerLösung DAB7; Braun; Melsungen) zur postoperativen Flüssigkeitssubstitution und als
Analgetikum Tolfenaminsäure 4 mg/kg KGW s. c. (Tolfedine 4 %; Selectavet; WeyarnHolzolling). Ferner wurden die Katzen antibiotisch mit Amoxicillin 15 mg/kg KGW s. c.
(Duphamox LA; Fort Dodge; Würselen) abgedeckt. Die Länge des Wundschnittes wurde
vermessen und notiert. Die erste Virusinjektion erfolgte sofort nach der Rückverlegung in die
I. Medizinische Tierklinik (siehe unten). Der Operationsverlauf, die medikamentelle
Versorgung und die Aufwachphase wurden genau dokumentiert (Anlage 11.4).
- Donnerstag (d2)
Am ersten Tag nach der Operation erfolgte eine allgemeine klinische Untersuchung sowie
eine spezielle Untersuchung der Wunde und des Injektionsgebietes. Alle Parameter der CTCTabelle wurden untersucht. Der Venenverweilkatheter wurde mit Ringer Infusion (RingerLösung DAB7; Braun; Melsungen) gespült. Es erfolgte die Antibiose- und Schmerzmittelgabe
(Dosierung siehe d1). Am d2 wurde die zweite Virusinjektion durchgeführt.
Blutentnahme: Es wurden folgende Parameter bestimmt: Großes Blutbild (siehe d0),
Kreatinin, Harnstoff, Gesamtbilirubin, Gesamteiweiß, Aspartat-Amino-Transferase (AST),
Alanin-Amino-Transferase (ALT), Glukose, Fruktosamin, Kalzium, Triglyzeride und
Albumin. Ein Teil des Plasmas wurde in einem Serumröhrchen bei –80 °C eingefroren. Das
Plasma wurden zu Transgène verschickt. Über die Untersuchungsergebnisse wurde ein
Material und Methoden
46
Protokoll (Anlage 11.4) angefertigt und die relevanten Parameter in die CTC-Tabelle
übertragen.
- Freitag (d3)
Eine klinische Untersuchung und eine sorgfältige Wundkontrolle wurden durchgeführt. Es
wurde Antibiotikum verabreicht (Dosierung siehe d1). Analgetikum wurde dann appliziert,
wenn die Katze aufgrund von Schmerzäußerungen (z. B. Jammern) oder beobachteter
Verhaltensauffälligkeiten (z. B. keine Futteraufnahme) als noch nicht schmerzfrei eingestuft
wurde (Dosierung siehe d1). Vollblut und Plasma wurde gewonnen (siehe d2). Die dritte
Virusinjektion erfolgte. Ein Protokoll (Anlage 11.4) wurde geschrieben und die Katzenbesitzer wurden telefonisch über das Befinden ihrer Katze informiert.
- Samstag/Sonntag (d4/d5)
Es erfolgte eine klinische Untersuchung mit genauer Begutachtung der Wunde. Antibiose
wurde verabreicht (Dosierung sie d1) und Blut entnommen (siehe d2). Ein Protokoll
(Anlage 11.4) wurde angefertigt und die gemessenen Parameter in die CTC-Tabelle
übertragen.
- Montag (d6)
Eine klinische Untersuchung und eine genaue Wundkontrolle wurde durchgeführt. Es erfolgte
die vierte Virusinjektion und es wurde Blut entnommen (siehe d2). Die Untersuchungsergebnisse und die Virusinjektion wurden protokolliert (Anlage 11.4). Ferner wurden die
Besitzer telefonisch über das Befinden ihrer Katze informiert.
Material und Methoden
47
- Dienstag (d7)
Eine klinische Untersuchung wurde durchgeführt, die Wunde begutachtet und fotografiert
sowie die fünfte Virusinjektion durchgeführt. Ferner wurde Blut entnommen (siehe d2). Ein
Protokoll (Anlage 11.4) wurde angefertigt und die relevanten Parameter in die CTC-Tabelle
übertragen.
- Mittwoch (d8)
Eine klinische Untersuchung und eine sorgfältige Wundkontrolle wurden durchgeführt. Ein
Protokoll (Anlage 11.4) wurde angefertigt. Bei gutem Allgemeinbefinden wurden die Katzen
entlassen. Der nächste Nachuntersuchungstermin wurde vereinbart. Es erfolgte nochmals eine
ausführliche Besitzerberatung über Fütterung, Pflege und Haltung der Katze. Es wurde darauf
hingewiesen, daß die Katze bis Tag 14 im Haus gehalten werden mußten, um eine zu große
Beanspruchung des Operationsgebietes zu vermeiden.
3.1.5
Nachuntersuchungen
Die Nachuntersuchungen erfolgten an d14, d30, d60, d90, d180, d270 und d360.
Tabelle 3: Nachuntersuchungen
Maßnahme
d14
d30
Klinische klinische
UnterUntersuchung
suchung Fotodokumentation
Blutun- großes
großes
tersuBlutbild
Blutbild
chung
klinisch- klinischchemische chemische
Blutunter- Blutuntersuchung suchung
IL-2-Be- IL-2-Bestimmung stimmung
d =: Tage; IL-2 = Interleukin-2
Tage
d60
d90
d180
d270
d360
klinische Untersuchung und Untersuchung auf
Metastasen; Röntgen- und Ultraschalluntersuchung
großes
Blutbild
klinischchemische
Blutuntersuchung
IL-2-Bestimmung
großes
Blutbild
klinischchemische
Blutuntersuchung
IL-2-Bestimmung
großes
Blutbild
klinischchemische
Blutuntersuchung
IL-2-Bestimmung
großes
Blutbild
klinischchemische
Blutuntersuchung
IL-2-Bestimmung
großes
Blutbild
klinischchemische
Blutuntersuchung
IL-2-Bestimmung
Material und Methoden
48
Nachuntersuchung d14:
Es erfolgte eine sorgfältige klinische Untersuchung, die Wunde wurde gründlich untersucht,
palpiert und die Fäden gezogen. Bei Wundveränderungen wurde eine Fotodokumentation
angefertigt.
Blutproben zur Gewinnung von Vollblut und Plasma wurden gezogen und analysiert; sowie
eine Vollblutprobe nach Straßburg (Firma Transgène) verschickt (siehe d0). Über die
Untersuchungsergebnisse wurde ein Protokoll angefertigt (Anlage 11.5). Alle relevanten
Untersuchungsergebnisse wurden in die CTC-Tabelle eingetragen.
Nachuntersuchungen d30/d60:
Es wurde je eine klinische Untersuchung, sowie eine Wundkontrolle mit genauer Palpation
des Wundgebietes durchgeführt. Bereits bei Rezidivverdacht wurde dem Besitzer zu einer
weiteren Operation geraten, da die Histologie eine eindeutige Diagnose liefert.
Blutentnahme: Es wurde Vollblut und Plasma gewonnen (siehe d2). Ein Protokoll
(Anlage 11.5) wurde über die Untersuchung angelegt.
Die Untersuchungstermine an d30 und d60 konnten vom überweisenden Tierarzt durchgeführt
werden. Zwei Tiere wurden am d30 und d60 vom überweisenden Tierarzt untersucht.
Nachuntersuchungen d90/d180/d270/d360:
Eine klinische Untersuchung wurde durchgeführt und die Wunde wurde genau begutachtet
und durchpalpiert.
Blutentnahme: Vollblut und Plasma wurden gewonnen (siehe d0).
Es wurden Röntgenaufnahmen von Thorax (rechts- und linksanliegend) und Abdomen in
latero-lateralem Strahlengang angefertigt. Eine sonographische Untersuchung des Abdomens
mit schwerpunktmäßiger Untersuchung von Niere, Leber, Milz, Darm und Blase wurde zur
Metastasensuche
durchgeführt.
Die
Untersuchung
erfolgte
mit
einem
7,5
MHz
Sektorschallkopf (Sim 7000CFM; Esaote Biomedica; Genua; Italien). Ein Protokoll
Material und Methoden
49
(Anlage 11.5) wurde über die Untersuchung und über die Ergebnisse angefertigt. Am letzten
Untersuchungstag (d360) wurde zusätzlich eine komplette Blutuntersuchung (siehe d0)
durchgeführt.
3.1.6
Virusinjektion
Herstellung der Injektionslösung:
Alle Tiere der Phase I (bis auf die Kontrolltiere) wurden mit derselben Virus-Charge injiziert.
Die Viren (Ad-HuIL2/AdTG6624 und AdFeIFNγ/AdTG13273) lagen in 100 Portionen einer
Stammlösung von je 1x1010 i. u. vor. An jedem Injektionstag wurde eine Portion der
Stammlösung im 37 °C warmem Wasserbad aufgetaut und unter einer Sicherheitswerkbank
der Klasse 2 in einem S2-Labor (nach dem Deutschen Gentechnikgesetz) durch Zufügen von
physiologischer Kochsalzlösung auf die für diesen Tag benötigte Dosis verdünnt. Die
Verdünnungsschritte wurden protokollarisch festgehalten. Das für jeden einzelnen Patienten
benötigte Injektat wurde in einer 2 ml-Spritze aufgezogen und die Spritze verschlossen. Für
den Transport vom Institut für Experimentelle Onkologie zur I. Medizinischen Tierklinik
wurden die an diesem Tag benötigten Spritzen in einen gekühlten, bruchsicheren und
auslaufgeschützten Transportbehälter verbracht. Die Verdünnung der Stammlösung, das
Aufziehen der einzelnen Patientendosen, der Transport sowie die Injektion der Patienten
wurden von einer Person durchgeführt, die der S2-Kontrolle (nach dem Deutschen
Gentechnikgesetz) unterlag.
Virusinjektion:
Die Injektionen wurden an den Tagen d1, d2, d3, d6 und d7 im Katzenstall der
I. Medizinischen Tierklinik durchgeführt. Dieser Katzenstall ist nach dem Deutschen
Gentechnikgesetz für die Tierhaltung von S1-Tieren zugelassen. Die erste Injektion erfolgte
am noch narkotisierten Tier unmittelbar postoperativ in dem Zeitraum zwischen 10.00 Uhr bis
12.00 Uhr, die weiteren Injektionen zwischen 9.30 und 10.30 Uhr an zumeist nicht
narkotisierten Tieren unter manueller Fixation. Nur wenige Tiere (drei Katzen) mußten mit
Propofol 6 – 8 mg/kg, i. v. (Rapinovet; Essex; München) anästhesiert werden. Die
Applikation der Adenoviren erfolgte subkutan in das Wundgebiet, an der Stelle der
Tumorexstirpation. Es wurden 2 ml Adenovirus-Suspension pro Injektion/Tag appliziert. Die
Material und Methoden
50
Adenovirus-Suspension (Gesamtmenge 2 ml) wurde beidseits der Operationswunde an vier
Stellen zu je 0,5 ml der Suspension gleichmäßig in das Wundgebiet injiziert. Dabei wurde die
Injektionskanüle parallel zum Hautniveau zunächst in voller Länge eingeführt und beim
Zurückziehen der Kanüle je 0,5 ml gleichmäßig verteilt.
Die Injektionszeit, der Verlauf der Injektion und die durchführende Person wurden
dokumentiert. Es wurde streng darauf geachtet, daß die Zeitspanne zwischen dem Auftauen
der Viren und ihrer Injektion nicht mehr als 120 Minuten betrug. Ferner wurde darauf
geachtet, daß stets die gleiche Person applizierte und der gleiche Ablauf (z. B. gleiche
Kanülendicke) eingehalten wurde.
3.1.7
Alter, Gewicht, Geschlecht und Vorbericht der Tiere
Bei der Eingangsuntersuchung wurden folgende Angaben dokumentiert. Alter, Gewicht,
Geschlecht, Tumorlokalisation, Tumorgröße, Konsistenz des Tumors, Beziehung des Tumors
zum umgebenden Gewebe, Palpationsschmerz, Tumorkategorie, bei Rezidiven die
anamnestisch erhobenen Operationszeitpunkte.
Patient 1: 4 Jahre, 4,20 kg, männlich kastriert, cranial des linken Schulterblattes,
1,0x2,0x1,0 cm, feste Konsistenz, noch gut beweglich, nicht schmerzhaft, zweites
Rezidiv, erste Operation vor 16 Monaten, zweite Operation vor fünf Monaten.
Patient 2: 8 Jahre, 3,42 kg, weiblich kastriert, rechte Bauchwand bis in den Oberschenkel
ziehend, 4,0x3,0x2,0 cm, feste Konsistenz, verschieblich, nicht schmerzhaft,
Primärtumor.
Patient 3: 12 Jahre, 2,84 kg, weiblich kastriert, rechte Brustwand, 2,7x3,1x1,8 cm, feste
Konsistenz, wenig beweglich, schmerzhaft, Primärtumor.
Patient 4: 11 Jahre, 5,05 kg, männlich kastriert, cranial des rechten Schulterblattes,
1,0x1,5x1,0 cm, feste Konsistenz, in die Tiefe ziehend, nicht schmerzhaft, zweites
Rezidiv, erste Operation vor neun Monaten zweite Operation vor sechs Wochen.
Patient 5: 6 Jahre, 5,54 kg, männlich kastriert, linke Brustwand, 5,0x4,2x2,5 cm, feste
Konsistenz, frei verschieblich, nicht schmerzhaft, Primärtumor.
Material und Methoden
51
Patient 6: 4 Jahre, 3,86 kg, männlich kastriert, Nacken, 2,1x2,0x1,4 cm, feste Konsistenz,
höckrig, liegt breitflächig auf, nicht beweglich, nicht schmerzhaft, Primärtumor.
Patient 7: 12 Jahre, 3,74 kg, weiblich kastriert, linke Brustwand, 2,0x1,5x1,0 cm, feste
Konsistenz, wenig beweglich, zwischen die Rippen ziehend, wenig schmerzhaft,
erstes Rezidiv, erste Operation vor einem Jahr.
Patient 8: 5 Jahre, 4,34 kg, männlich kastriert, Nacken bis zwischen die Schulterblätter
ziehend, 8,0x6,0x3,5 cm, feste Konsistenz, wenig beweglich, breit auf der
Wirbelsäule aufliegend, cranial des Haupttumors ein zweites Fibrosarkom,
1,0x1,0x1,0 cm, gut beweglich, nicht schmerzhaft, Primärtumor.
Patient 9: 12 Jahre, 3,57 kg, männlich kastriert, Nacken, zieht zwischen die Schulterblätter,
4,2x4,0x2,5 cm, derbe Konsistenz, verschieblich, breit aufliegend, schmerzhaft,
Primärtumor.
Patient 10: 11 Jahre, 4,73 kg, männlich kastriert, caudaler rechter Oberschenkel,
2,0x1,0x0,5 cm, weiche Konsistenz, verschieblich, geringgradig schmerzhaft,
zweites Rezidiv, erste Operation vor 17 Monaten, zweite Operation vor sieben
Monaten.
Patient 11: 4 Jahre, 5,20 kg, weiblich kastriert, rechte Brustwand, 7,5x5,5x4,2 cm, feste
Konsistenz, nicht beweglich, breit aufliegend, in die Tiefe ziehend, nicht
schmerzhaft, Primärtumor.
Patient 12: 12 Jahre, 5,68 kg, männlich kastriert, zwischen den Schulterblättern,
5,0x6,0x3,5 cm, derbe Konsistenz, breit aufliegend, nicht verschieblich, zieht in
die Tiefe, geringgradig schmerzhaft, Primärtumor.
Patient 13: 11 Jahre, 3,06 kg, weiblich kastriert, rechte Flanke, 2,5x1,0x1,0 cm, weiche
Konsistenz, beweglich, nicht schmerzhaft, Primärtumor.
Patient 14: 9 Jahre, 3,96 kg, weiblich kastriert, rechte Flanke, 6,0x9,0x4,0 cm, feste
Konsistenz, breit aufliegend, nicht beweglich, tief an die Bauchdeckenfaszie
ziehend, nicht schmerzhaft, erstes Rezidiv, erste Operation vor 18 Monaten.
Material und Methoden
52
Patient 15: 9 Jahre, 3,20 kg, männlich kastriert, linke Brustwand, 1,5x2,0x1,0 cm, feste
Konsistenz, nicht verschieblich, fest mit den Rippen verbunden, geringgradig
schmerzhaft, Primärtumor.
Patient 16: 12 Jahre, 5,64 kg, weiblich kastriert, Nacken, 2,5x3,0x2,0 cm, feste Konsistenz,
verschieblich, aufgekratzt, nicht schmerzhaft, Primärtumor.
Patient 17: 10 Jahre, 5,40 kg, männlich kastriert, Rücken, 3,5 cm caudal der Schulterblätter
(Brustwirbel), 4,0x4,0x3,0 cm, derbe Konsistenz, beweglich, schmerzhaft,
Primärtumor.
Patient 18: 7
Jahre,
4,30
kg,
männlich
kastriert,
zwischen
den
Schulterblättern,
1,0x1,0x1,0 cm, feste Konsistenz, nicht verschieblich, fest mit dem rechten
Schulterblatt verwachsen, nicht schmerzhaft, zweites Rezidiv, erste Operation vor
zwei Jahren, zweite Operation vor drei Monaten.
Patient 19: 7
Jahre,
5,10
kg,
weiblich
kastriert,
zwischen
den
Schulterblättern,
4,4x2,70x2,5 cm, feste Konsistenz, nicht beweglich, schmerzhaft, Primärtumor.
Patient 20: 4
Jahre,
9,68
kg,
männlich
kastriert,
zwischen
den
Schulterblättern,
4,0x3,0x2,7 cm, derbe Konsistenz, beweglich, nicht schmerzhaft, Primärtumor.
Patient 21: 7 Jahre, 4,40 kg, männlich kastriert, cranial des linken Schulterblattes,
0,5x0,5x0,5 cm, feste Konsistenz, beweglich, nicht schmerzhaft, erstes Rezidiv,
erste Operation vor neun Wochen.
Patient 22: 10 Jahre, 5,85 kg, männlich kastriert, Rücken, 3,0 cm caudal der Schulterblätter,
1,0x1,5x1,0 cm, derbe Konsistenz, verschieblich, nicht schmerzhaft, zweites
Rezidiv, erste Operation vor acht Monaten, zweite Operation vor vier Monaten.
Patient 23: 8
Jahre,
5,48
kg,
männlich
kastriert,
zwischen
den
Schulterblättern,
2,0x2,5x2,0 cm, derbe Konsistenz, breit aufliegend, nicht beweglich, nicht
schmerzhaft, zweites Rezidiv, erste Operation vor drei Monaten, zweite Operation
vor sechs Wochen.
Material und Methoden
53
Patient 24: 9 Jahre, 4,09 kg, männlich kastriert, linke Hüfte, 4,0x4,5x3,0 cm, derbe
Konsistenz, breit aufliegend, nicht beweglich, nicht schmerzhaft, noch zwei
weitere Umfangsvermehrungen, 1,0x0,5x0,5 cm und 0,5x0,5x0,5 cm, in
unmittelbarer Nähe des Haupttumors. Primärtumor.
Patient 25: 11 Jahre, 6,15 kg, männlich kastriert, rechte Brustwand, 3,0x3,0x2,0 cm, derbe
Konsistenz, beweglich, nicht schmerzhaft, erstes Rezidiv, erste Operation vor drei
Monaten.
Patient 26: 13 Jahre, 3,72 kg, weiblich kastriert, 1,2 cm caudal der rechten Schulter, drei
Umfangsvermehrungen, zwei: 0,8x1,2x0,5 cm, eine: 2,8x2,5x2,0 cm, weiche bis
derbe Konsistenz, fluktuierend, Serombildung, breit aufliegend, beweglich, nicht
schmerzhaft, zweites Rezidiv, erste Operation vor vier Monaten, zweite Operation
vor drei Monaten.
Patient 27: 7 Jahre, 5,10 kg, männlich kastriert, linke Brustwand, 2,1x1,3x0,5 cm, derbe
Konsistenz, fest aufliegend, wenig beweglich, zwischen die Rippen ziehend, nicht
schmerzhaft, Primärtumor.
3.1.8
Blutuntersuchungen
3.1.8.1
Hämatologie
Die hämatologische Untersuchung wurde vor der Operation bzw. der Gentherapie (d0) sowie
an den Tagen 2, 7, 14, 30, 60, 90, 180, 270, 360 post op durchgeführt. Bei reduziertem
Allgemeinbefinden wurde auch an weiteren Tagen Blut zur Blutuntersuchung entnommen.
Die Tiere wurden manuell fixiert. Die Vene wurde mit einem Gummischlauch gestaut. Die
Blutentnahmestelle wurde rasiert und mit Alkohol desinfiziert.
Die Blutentnahme erfolgte durch die Punktion der Vena cephalica antebrachii, der Vena
saphena oder der Vena jugularis mit einer sterilen Einmalkanüle (Sterican, 0,9x40 mm;
Braun, Melsungen). Das Blut wurde in einem Kalium-EDTA-beschichteten Röhrchen
aufgefangen. Aus dem Blut wurden folgende Parameter bestimmt: Großes Blutbild:
Leukozytenzahl, Erythrozytenzahl, Thrombozytenzahl, Hämatokrit, Hämoglobin. Ein
Diffentialblutbild wurde mittels Blutausstrich angefertigt.
Material und Methoden
3.1.8.2
54
Klinisch-chemische Laborparameter
Die klinisch-chemischen Laborparameter wurden an den Tagen 0, 2, 7, 14, 30, 60, 90, 180,
270 und 360 bestimmt. Die Gewinnung des Serums erfolgte mit Hilfe eines 5-mlProbegefäßes (Sarsted, Nümbrecht). Nach einer Vorkoagulation wurde das Blut bei 4000
Umdrehungen
5 Minuten zentrifugiert und der Überstand abpipettiert. Es wurden folgende Blutparameter in
der I. Medizinischen Tierklinik bestimmt: Kreatinin, Harnstoff, Gesamtbilirubin, AspartatAmino-Transferase (AST), Alanin-Amino-Transferase (ALT), Glukose, Triglyzeride,
Albumin. Die Bestimmung von Gesamteiweiß, Fruktosamin, Phosphat, Chlorid, Natrium,
Kalium, Kalzium, Thyroxin (T4), sowie ein FeLV- und ein FIV-Test wurden an Tag 0 und
Tag 360 durchgeführt. Bei klinischem Verdacht auf Störung des Allgemeinbefinden oder
Rezidivverdacht wurden die oben genannten Werte auch an anderen Tagen bestimmt.
3.1.8.3
Weitere Bestimmungen
Weiterführende Untersuchungen wurden von der Firma Transgène in Straßburg durchgeführt.
Am d0, d2, d7, d14, d30, d60, d90, d180, d270 und d360 wurden Blutproben zur Firma
Transgène gesandt. Die Firma Transgène bestimmte folgende immunologische Parameter:
-
Konzentration des humanen Interleukin-2 (IL-2) im Plasma,
-
Antikörper gegen Adenoviren Subtyp 5,
-
Antikörper gegen IL-2.
Die Durchführung dieser weiterführenden Untersuchungen sowie deren Ergebnisse sind
Gegenstand einer weiteren Dissertation.
3.1.9
Statistische Methoden
Die erhobenen Daten wurden in Datentabellen gesammelt (Excel 1997, Microsoft) und die
CTC-Daten in die entsprechenden CTC-Toxizitätsgrade übertragen. Die 67 Toxizitätskriterien
zusammen mit acht im Rahmen der klinischen Untersuchungen erhobenen Parameter
(Atemfrequenz,
Atemauskultationsbefund,
Herzfrequenz,
Herzauskultationsbefund,
Pulsfrequenz, Pulsqualität, Verhaltensparameter sowie Ernährungs- und Pflegezustand)
Material und Methoden
55
ergaben 75 Parameter, die für jeden Patienten an 14 Meßtagen (d0, d2, d3, d4, d5, d6, d7, d14,
d30, d60, d90, d180, d270, d360) bestimmt wurden. Der präoperative Wert (d0) diente dabei
als individueller Bezugspunkt zur Beurteilung des Verlaufs der Meßwerte eines Parameters.
Daraus ergibt sich rechnerisch eine Zahl von 28350 Datenpaaren (aus dem jeweiligen
gemessenen Parameter (n = 75) als erster Koordinate und dem Meßtag (n = 14) zusammen
mit dem jeweiligen Patienten (n = 27) als zweitem Parameter). Von den Parametern wurden
12 zur statistischen Analyse ausgesucht (4536 Datenpaare), weil sich in den entsprechenden
Parametern CTC-Toxizitätsgrade von 2 oder 3 ergeben hatten. Die statistische Auswertung
wurde mit dem Statistikprogramm "Statistical Package for the Social Science (SPSS) for
Windows Version 10.0" vom statistischen Beratungslabor der Ludwigs-MaximiliansUniversität (Leiter: PD Dr. H. Küchenhoff) vorgenommen. Als signifikant unterschiedlich
wurden p-Werte < 0,05 (signifikant) bzw. < 0,01 (hochsignifikant) festgelegt. Im Rahmen der
beschreibenden Statistik wurde für alle Datenpaare zunächst eine "baseline"-Korrektur
durchgeführt; d. h. vom jeweiligen Meßwert wurde der am Tag 0 erhobene Meßwert
subtrahiert. Danach wurden Mittelwerte für alle fünf Behandlungsgruppen (vier verschiedene
Dosierungen des viralen Vektors und die Kontrolltiere) und für alle Tage Mittelwerte
gebildet. Die so gewonnen Datenpaare (aus dem jeweiligen "baseline"-korrigierten Parameter
als erste Koordinate und dem Meßtag zusammen mit dem jeweiligen Patienten als zweiten
Parameter) wurden zunächst graphisch dargestellt (z. B. Abb. 6: Verlauf der AST-Werte an
den Tagen d0 - d7). Danach wurde lediglich für die mit n = 8 (Kontrolltiere) bzw. n = 9 (mit
5x108 i. u. viralem Vektor behandelten Tiere) ausreichend großen Gruppen im Rahmen der
schließenden Statistik eine einfach mehrfaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) durchgeführt.
Die sich aus diesem Gruppenvergleich ergebenden Signifikanzniveaus sind bei den jeweiligen
Parametern aufgeführt. Auf die Darstellung der eigentlichen Meßwerte musste aus
Kapazitätsgründen im Rahmen der vorliegenden Arbeit verzichtet werden.Für die Darstellung
und die Analyse der rezidivfreien Zeit wurde eine "Kaplan-Meier"-Überlebenszeitanalyse
(ebenfalls mit dem "Statistical Package for the Social Science (SPSS) for Windows Version
10.0") durchgeführt.
Ergebnisse
3.2
Ergebnisse
3.2.1
Dosisfindung
3.2.1.1
Dosisgruppen
56
Die Dosisfindung wurde durch Injektion steigender Konzentrationen von Virusvektoren,
Messung des IL 2-Spiegels und Überwachung der Toxizität erreicht. In dieser Studie wurden
27 Katzen behandelt von denen 19 Katzen das Virus injiziert bekamen. Es wurden vier
Katzen mit 2x107 i. u., vier Katzen mit 1x108 i.u., zwei Katzen mit 2,5x108 i. u. und neun
Katzen mit 5x108 i u. Virus injiziert. Acht Katzen waren Kontrolltiere, bei denen keine
Injektion, wohl aber die chirurgische Entfernung des Tumors erfolgte. In der Phase I wurden
bereits Kontrolltiere verwendet, um den Trend im Effekt der Therapie zu erkennen.
Zur Abschätzung der Einstiegsdosis wurden Ergebnisse aus experimentellen Arbeiten mit
Mäusen sowie die Ergebnisse aus der klinischen Studie von Quintin-Colonna et al. (1996) zur
Beurteilung der IL-2 Spiegel herangezogen. Mit der Einstiegsdosis (2x107 i. u.) wurden vier
Tiere therapiert. Als bei diesen vier Tieren kein humanes IL-2 im peripheren Blut und keine
Toxizität nachgewiesen werden konnte, wurden weitere vier Tiere mit einer fünffach höheren
Dosis (1x108 i. u.) injiziert. In dieser Gruppe konnten geringe Interleukinwerte gemessen
werden. Es wurde jedoch keine Toxizität nachgewiesen. Daraufhin wurde eine
Zwischengruppe mit zwei Tieren und einer Dosis von 2,5x108 i. u. festgelegt. Die
Dosisfindungsstudie wurde bei der Dosis 5x108 i .u. beendet. Diese Dosis zeigte die erste
mäßiggradige (CTC-Grad 2) bis mittelgradige (CTC-Grad 3) Toxizität bei den Parametern
Temperatur, AST, Gewicht, Wundheilung. Es wurden erst vier Tiere mit der Dosis 5x108 i.u
behandelt und dann fünf weitere Tiere, um die beobachtete Toxizität an einer erweiterten
Tiergruppe zu messen. Mit der Dosis 5x108 i. u. wurde die Maximale Tolerierbare Dosis
(MTD) ermittelt.
Ergebnisse
3.2.1.2
57
Interleukin-2-Spiegel
Tabelle 4: Interleukin-2-Spiegel
2x107 i .u.
virale
Vektoren
4
1x108 i. u.
virale
Vektoren
4
2,5x108 i. u.
virale
Vektoren
2
9
nicht meßbar
nicht meßbar
nicht meßbar
IL-2/ Tag 3 nicht meßbar
13 pg/ml bei
einem Tier,
bei drei
Tieren kein
IL-2 meßbar
nicht meßbar
55 pg/ml bei
einem Tier,
bei einem Tier
kein IL-2
meßbar
33 – 84 pg/ml
bei zwei
Tieren
IL-2/ Tag 4 nicht meßbar
nicht meßbar
10 – 17 pg/ml
bei zwei
Tieren
IL-2/ Tag 5 nicht meßbar
6 –7 pg/ml bei
zwei Tieren
IL-2/ Tag 6 nicht meßbar
20 pg/ml bei
einem Tier,
bei drei
Tieren kein
IL-2 meßbar
nicht meßbar
IL-2/ Tag 7 nicht meßbar
nicht meßbar
nicht meßbar
Anzahl der
Tiere
IL-2/ Tag 0 nicht meßbar
IL-2/ Tag 2 nicht meßbar
3 – 18 pg/ml
bei zwei
Tieren
5x108 i. u.
Kontrollvirale Vektoren tiere
8
nicht
meßbar
93 – 240 pg/ml nicht
bei vier Tieren, meßbar
bei fünf Tieren
kein IL-2
meßbar
160 – 580 pg/ml nicht
bei vier Tieren, meßbar
bei fünf Tieren
kein IL-2
meßbar
65 – 502 pg/ml nicht
bei fünf Tieren, meßbar
bei vier Tieren
kein IL-2
meßbar
58 – 152 pg/ml nicht
bei fünf Tieren, meßbar
bei vier Tieren
kein IL-2
meßbar
6 – 66 pg/ml
nicht
bei fünf Tieren,
meßbar
bei vier Tieren
kein IL-2
meßbar
69 – 70 pg/ml
nicht
bei zwei Tieren,
meßbar
bei sieben
Tieren kein
IL-2 meßbar
i. u. = infection Units IL-2 = Interleukin-2; pg = Pikogramm; ml = Milliliter;
Ergebnisse
58
Den Katzen wurde am Tag 0, 2, 3, 7, 14, 30, 60, 90, 120, 180, 270 und 360 Blut zur
Interleukin-2-Bestimmung entnommen. Die Interleukin-2-Bestimmung wurde bei der Firma
Transgène in Straßburg durchgeführt. Die Tiere der Kontrollgruppe (n = 8) sowie die Gruppe
mit 2x107 i. u. virale Vektoren (n = 4) zeigten an keinem der Meßzeitpunkte meßbare IL-2Plasmakonzentrationen. Die nächst höhere Dosisgruppe 1x108 i. u. virale Vektoren (n = 4)
und die Zwischengruppe 2,5x108 i. u. virale Vektoren (n = 2) zeigten nur geringe meßbare
IL-2-Plasmakonzentrationen. Die Tiere der Gruppe 5x108 virale Vektoren (n = 9) zeigten mit
160 bis 580 pg/ml ein Maximum der IL-2-Konzentration am Tag 3.
3.2.2
Allgemeinbefinden
3.2.2.1
Atemfrequenz und Herzfrequenz
Atemfrequenz und Herzfrequenz wurden bei jeder Allgemeinuntersuchung ermittelt. Da die
Untersuchungswerte bei jeder Untersuchung streßbedingt erhöht waren, wurden diese
Parameter nicht in die CTC-Tabelle aufgenommen.
3.2.2.2
Auskultation von Herz und Lunge
Die Auskultation von Herz und Lunge wurde im Rahmen jeder Allgemeinuntersuchung
durchgeführt. Es kam zu keinen wesentlichen Veränderungen der Auskultation während des
stationären Aufenthaltes der Katzen oder im Verlauf der Nachkontrollen. Vier Tiere zeigten
bei der Eingangsuntersuchung ein Herzgeräusch, das sich im Beobachtungszeitraum jedoch
nicht verändert hat.
3.2.2.3
Kreislauf (Schleimhautfarbe und kapilläre Füllungszeit)
Die kapilläre Füllungszeit war bei einer Katze verzögert, bei den anderen Katzen war die
kapilläre Füllungszeit im Normbereich von < 2 sec. Die Katze 12 zeigte am ersten
postoperativen Tag eine Nahtdehiszenz und starke Unterhautblutungen mit hohem
Blutverlust. Nach einer Nahtrevision, einem Druckverband und einer Bluttransfusion erreichte
die kapilläre Füllungszeit bei dieser Katze am Tag 4 wieder den Referenzbereich.
Ergebnisse
3.2.2.4
59
Gewicht
Tabelle 5: Gewicht
Katze
Gewicht d0 Gewicht d7 Gewichts- Gewichts[g]
[g]
differenz
veränded0 zu d7 [g] rung [%]
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
4200
3420
2840
5050
5540
3860
3740
4340
3570
4730
5200
5680
3060
3960
3200
5640
5400
4300
5100
9680
4400
5850
5480
4090
6150
3720
5100
4100
3200
2700
4200
4900
3600
3500
4100
3500
4400
5260
5480
3540
3040
3150
5400
5500
4380
4850
8900
4400
5550
5200
3990
5440
3660
4850
- 100
- 220
- 140
- 850
- 640
- 260
- 240
- 240
- 70
- 330
+ 60
- 200
+ 480
- 920
- 50
- 240
+ 100
+ 80
- 250
- 780
0
- 300
- 280
- 100
- 710
- 60
- 250
CTC = Common Toxicity Criteria; g = Gramm; d = Tag
- 2,38
- 6,43
- 4,93
- 16,83
- 11,55
- 6,74
- 6,42
- 5,53
- 1,96
- 6,98
+ 1,15
- 3,52
+ 15,69
- 23,23
- 1,56
- 4,25
+ 1,85
+ 1,86
- 4,90
- 8,05
0
- 5,13
- 5,11
- 2,44
- 11,54
- 1,61
- 4,90
CTC-Grad
Gewichts- Gewichtsabnahme zunahme
0
1
0
2
2
1
1
1
0
1
1
3
1
1
1
2
0
1
1
0
2
0
0
0
2
1
1
-
0,0
60
0,0
-0,05 -,1
gewicht) [kg]
Mittelwerte Gewicht (Abweichung vom Ausgangs-
Ergebnisse
-,2
-0,1
Mi
ttel
we
rt
-0,15
Ge
wi
cht
(kg
-0,2
)
Gruppe
-,3
Gruppe
Kontrollgruppe
Kontrolltiere
-,4
0
0
1
1
2
2
3
3
4
4
5
5
6
6
7
7
5x108 i.u.
5 virale
x 10 e8 iu
Vektoren
Tage nach Operation
Tage nach der Operation
Abbildung 2: Gewichtsverlauf während des stationären Aufenthalts
Der Mittelwert aller Gruppen ist negativ. Die Kontrolltiere nehmen bereits ab Tag 3 nach der
Operation wieder zu, während die Tiere der Gruppe 5x108 i. u. virale Vektoren weiter
abnahmen Erst am Tag 180 erreichte der Gruppenmittelwert wieder den Ausgangswert von
d0. Das Wiedererreichen des präoperativen Gewichtsniveaus konnte für die Kontrollgruppe
bereits am Tag 90 registriert werden. Am Tag 3 nach der Operation wurde der höchste
durchschnittliche Gewichtsverlust bei den Kontrolltieren mit ca. 330 g gemessen (Abb. 2).
Eine Katze (Katze Nr. 14, die mit 1x108 i. u. virale Vektoren behandelt wurde) hatte einen
Gewichtsverlust von 23 % = CTC-Grad 3 (Tabelle 5). Der durchschnittliche Gewichtsverlust
aller 27 behandelten Katzen liegt bei 6,6 % (ca. 329 g) = CTC-Grad 1. Ein Tier (Katze Nr. 13,
die mit 1x108 i. u. virale Vektoren behandelt wurde) zeigte eine Gewichtszunahme von
15,7 % = CTC-Grad 2 (Tabelle 5). Das Körpergewicht und die Gewichtsentwicklung zeigten
keine statistisch signifikante Veränderung.
Ergebnisse
61
Tabelle 6: Ergebnisse statistischer Analyse (Vergleich Kontrolltiere zu der mit
5x108 i. u. Virus behandelten Gruppe) des Parameters Gewicht [p-Wert]
Tage
3
4
5
6
7
14
30
60
p-Wert
0,463
0,458
0,618
0,974
0,775
0,452
0,084
0,396
Es konnte kein signifikanter Unterschied des Mittelwerts der beiden Gruppen für den
Parameter Gewicht festgestellt werden.
Ergebnisse
3.2.2.5
62
Temperatur
Tabelle 7: Temperaturverlauf während des initialen Klinikaufenthalts [d0, d3, d7]
Katze [Nr.]
d0
CTC-Grad
d3
CTC-Grad
d7
CTC-Grad
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
38,8
39,3
39,5
38,2
38,5
39,5
38,5
39,0
39,0
38,9
38,4
38,1
38,5
38,8
38,6
38,7
38,8
38,7
38,2
38,4
38,6
37,6
38,3
38,7
38,7
39,6
38,8
0
1
1
0
0
1
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
2
0
38,9
38,8
38,6
39,2
38,8
38,8
39,4
39,0
38,0
39,1
38,8
40,0
39,5
38,2
40,1
40.4
39,3
40.3
39.5
39.4
39,5
38,7
38,7
39,0
39,8
38,5
38,5
0
0
0
1
0
0
1
0
0
1
0
2
1
0
2
2
1
2
1
1
1
0
0
0
2
0
0
38,2
39,3
38,5
38,5
38,4
38,5
39,1
38,0
38,0
37,8
38,6
38,5
38,3
38,7
39,2
39.0
38,7
38.2
39.1
39,1
38,6
38,3
38,3
38,5
38,8
38,2
38,5
0
1
0
0
0
0
1
0
0
0
0
0
0
0
1
0
0
0
1
1
0
0
0
0
0
0
0
CTC = Common Toxicity Criteria; d = Tag; Nr = Nummer
Ergebnisse
63
1,5
1,5
Körpertemperatur [°C] bezogen auf Tag 0
1,0
FE
VE
R_
B
1,0,5
0,0
-,5
0,5
-1,0
0,0
-1,-100000000
0 100000000
1x108
0
2x10
300000000
2,5x108
200000000
7
AMOUNT
Virusmenge
Abbildung 3: Körpertemperatur Tag 1
500000000
5x108
400000000
600000000
Ergebnisse
64
2,0
2,0
FEVER_B
Körpertemperatur [°C] bezogen auf Tag 0
1,5
1,5
1,0
,5
1,0
0,0
- ,5
-0,5
1,0
- 1,5
- 100000000
300000000
500000000
0 100000000
1x108
2,5x108
5x108
0
200000000
400000000
600000000
7
2x10
Virusmenge
A
MOUNT
Abbildung 4: Körpertemperatur Tag 3
Am Tag 0 zeigten drei Katzen eine Temperaturerhöhung (CTC-Grad 1)(Tabelle 7), eine Katze
zeigte eine deutlich erhöhte Körpertemperatur (39,6 °C) (Tabelle 7) was dem CTC-Grad 2
entspricht. Am Tag 3 hatten 13 Katzen der 27 behandelten Katzen eine Temperaturerhöhung.
Acht Katzen (drei Tiere 2x107 i. u., ein Tier 1x108 i. u., zwei Tiere 2,5x108 i. u. und zwei
Tiere 5x108 i. u.) hatten eine Temperaturerhöhung CTC-Grad 1 und fünf Katzen (zwei Katzen
1x108 i. u. und drei Tiere 5x108 i. u.) eine Temperaturerhöhung CTC-Grad 2. Von diesen
Katzen hatten vier Katzen eine Körpertemperatur ≥ 40,0 °C, drei Katzen dieser vier waren mit
einer Dosis von 5x108 i. u. (Tabelle 16) injiziert worden. Drei dieser Katzen bedurften
therapeutischer Maßnahmen (20 mg/kg KGW Metamizol, Novalgin, Höchst, Frankfurt am
Ergebnisse
65
Main). Am Tag 7 zeigten fünf Katzen eine Temperaturerhöhung CTC-Grad 1 (eine Katze
2x107 i. u., eine Katze 2,5x108 i. u., zwei Katzen 5x108 i. u. und eine Kontrollkatze).
Tabelle 8: Ergebnisse statistischer Analyse (Vergleich Kontrolltiere zu der mit
5x108 i. u. Virus behandelten Gruppe) des Parameters Temperatur [p-Wert]
Tage
2
3
4
5
6
7
14
30
60
90
p-Wert
0,187
0,177
0,001
0,002
0,003
0,005
0,107
0,397
0,078
0,276
Ein Vergleich der Mittelwerte der beiden Gruppen ergab einen signifikanten Unterschied an
den Tagen 4, 5, 6 und 7
Ergebnisse
3.2.3
66
Wunde
Tabelle 9: Wundheilung
CTC-Grad
(d1 – d360)
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
d14 Krustenbildung BU/ MU: negativ, d30 obB
d2 – d7 Wunde hochgradig schmerzhaft, vermehrt
warm und geschwollen, d14 Leckekzem, nässend,
d30 obB
d2 – d4 Wunde mittelgradig schmerzhaft, ab Tag
d5 obB
d9 zwei Fäden von der Katze gezogen, Katze kratzt
an der Wunde, Wundtoilette bis d30, d60 noch
leichte Krustenbildung, d90 obB
bis d2 Wunde vermehrt warm und geschwollen
d3 obB
d2 – d360 ohne besonderen Befund
d2 – d4 Wunde geringgradig schmerzhaft und
geringgradig geschwollen, d3 Wundrand
geringgradig ödematisiert, bis d60
Krustenbildung,d90 obB
d2 geringgradig schmerzhaft, d14 Krustenbildung,
Wundtoilette, d30 obB
d2 – d4 Wunde geringgradig schmerzhaft und
geschwollen, d2 0,5x0,5x0,5 cm Hämatom am
cranialen Wundrand, d14 Krustenbildung,
Wundtoilette d30 keine Krusten mehr
d2 – d360 ohne besonderen Befund
d2 – d3 hochgradig schmerzhaft und geschwollen,
an d3 und d4 rechter Vorderfuß geschwollen,
Serombildung, d4 geringgradig schmerzhaft, d5
Wunde obB
Nicht infizierte
Wundheilungsstörungen
Infizierte Wundheilungsstörungen
Reaktionen an der
Injektionsstelle
Katzen Verlauf der Wundheilung – pathologische
[Nr.]
Befunde
0
2
1
1
0
0
1
0
0
0
1
0
2
2
0
0
1
0
1
0
0
1
1
0
1
1
0
0
2
0
2
0
0
Ergebnisse
67
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
d1 Nahtdehiszenz und Unterhautblutungen, Wunde
5 cm eröffnet, nochmals Wundrevision, großer
Blutverlust, Bluttransfusion, d2 – d3 hochgradig
schmerzhaft und geschwollen, d4 – d 14 leicht
schmerzhaft und stark geschwollen, d9 und d14
Punktion der Umfangsvermehrung, blutig-seröse
Flüssigkeit, lokale Antibiose, d30 keine
Schwellung mehr sichtbar
d2 geringgradig schmerzhaft, d3 obB
d2 – d3 geringgradig schmerzhaft, cranial der
Wunde geringgradig geschwollen, d4 obB
d2 – d8 ventraler und dorsaler Wundrand
geringgradig geschwollen, mittelgradig
schmerzhaft, d8 Katze leckt an Wunde,
Wundtoilette, Halskragen, d15 Abszeß gespalten
und Drainage eingelegt, d60 Abszeß abgeheilt
d2 – d360 ohne besonderen Befund
d2 – d3 geringgradig schmerzhaft und
geschwollen, d7 geringgradig gerötet, d8 obB
d2 – d360 ohne besonderen Befund
d2 – d3 geringgradig schmerzhaft, d4 obB
d2 – d7 seitlich der Wunde geschwollen, d2 – d4
geringgradig schmerzhaft, d14 Serom am caudalen
Wundrand 1x1,5x0,5cm, d30 obB
d2 geringgradig schmerzhaft, d8 Katze kratzt an
Wunde, Wundtoilette, d14 Wundinfektion, seröse
Flüssigkeit, Wundtoilette, d30 obB
d2 – d3 hochgradig schmerzhaft, d4 obB
d2 – d3 geringgradig schmerzhaft, d2 – d3 kleines
Serom am ventralen Wundrand, d4 obB
d2 – d5 geringgradig schmerzhaft und
geschwollen, Hautnekrose 1,5x1,5x1 cm seitlich
der Wunde, Wundtoilette, d30 Wunde obB
d2 hochgradig schmerzhaft, d3 – d4 ventraler
Wundrand geschwollen, Serom, d5 obB
Infizierte Wundheilungsstörungen
Nicht infizierte
Wundheilungsstörungen
CTC-Grad
(d1 – d360)
Reaktionen an der
Injektionsstelle
Katzen Verlauf der Wundheilung – pathologische
[Nr.] Befunde
2
2
3
1
1
0
1
0
0
3
3
0
0
1
0
1
0
0
0
1
1
0
1
1
0
0
0
1
1
0
2
1
0
1
0
0
1
1
0
2
1
0
Ergebnisse
68
26
27
d2 geringgradig schmerzhaft, d3 kleines Serom am
ventralen Wundrand, d4 – d8 Emphysem am
ventralen Wundrand, d14 Wunde obB
d2 geringgradig schmerzhaft; d3 – d14 dorsaler
Wundrand derb verdickt, d30 obB
Infizierte Wundheilungsstörungen
Nicht infizierte
Wundheilungsstörungen
CTC-Grad
(d1 – d360)
Reaktionen an der
Injektionsstelle
Katzen Verlauf der Wundheilung – pathologische
[Nr.] Befunde
1
1
0
1
0
0
Erläuterung zu Tabelle 9:
BU = Bakteriologische Untersuchung; CTC = Common Toxicity Criteria d = Tag;
MU = mykologische Untersuchung; Nr = Nummer; obB = ohne besonderen Befund
Es wurden nur wenige Wundheilungsstörungen beobachtet. Bei Katze 12 (Gruppe
1x108 i. u. virale Vektoren) kam es zu einer Nahtdehiszenz. Die Wunde öffnete sich 5 cm.
Zum erneuten Verschließen der Wunde war eine zweite Narkose nötig. Bei Katze 15 (Gruppe
5x108 i. u. virale Vektoren) entwickelte sich am Tag 15 ein Abszeß. Dieser Abszeß wurde
chirurgisch versorgt und eine Drainage eingelegt. Die Wunde heilte daraufhin ohne weitere
Komplikatio-nen ab. Bei Katze 24 ( Gruppe 5x108 i. u. virale Vektoren) bildete sich neben der
Wunde eine Hautnekrose. 15 Katzen aller Gruppen mußten mit Wundtoilette (leicht
desinfizierende Maßnahmen) versorgt werden.
Ergebnisse
Altersverteilung
Anzahl der Katzen
3.2.4
69
6
5
4
3
2
1
0
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
Alter [Jahre]
Abbildung 5: Altersverteilung der aufgenommenen Katzen mit Fibrosarkom
Der Altersdurchschnitt der in die Studie aufgenommen Katzen lag bei 8,70 Jahren. Die
jüngsten Katze war vier Jahre und die älteste Katze war 13 Jahre. Das Alter vier, sieben, elf
und zwölf war am häufigsten vertreten.
3.2.5
Geschlechtsverteilung
In dieser Studie waren 18 der aufgenommen Katzen männlich und 9 Katzen weiblich, das
ergab ein Verhältnis von männlich/weiblich von 2 : 1.
Ergebnisse
3.2.6
70
Lokalisation der Fibrosarkome
Tabelle 10: Lokalisation der Fibrosarkome
Kopf- Nacken
bereich
Anzahl
1
der untersuchten
Katzen
4
zwischen
den
Schulterblättern
9
Anzahl
der
Katzen,
die in die
Studie
aufgenommen
wurden
4
5
0
am
seitliche seitliche Rücken
Schulter- BrustBauchblatt
wand
wand
Gliedmaßen
2
15
4
5
4
5
7
3
1
2
Von den 27 aufgenommen Katzen befanden sich bei 21 (78 %) das Fibrosarkom am Rumpf.
Von den 44 untersuchten Katzen wurden bei 35 das Fibrosarkom am Rumpf festgestellt. Die
häufigste Lokalisation waren mit zehn der aufgenommen 27 Katzen zwischen den
Schulterblättern oder an den Schulterblättern und mit sieben von 27 Katzen an der seitlichen
Brustwand. Von den 44 untersuchten Katzen zeigten 15 Tiere ein Fibrosarkom an der
Brustwand. Fibrosarkome am Bauch- oder Schwanzbereich wurden nicht festgestellt.
Ergebnisse
3.2.7
71
Primärtumor-Rezidiv
Tabelle 11: Größenverteilung Primärtumor-Rezidiv
Primärtumor
(∅ ≤ 3 cm)
4
Anzahl der
Fibrosarkome der
untersuchten
Katzen
Anzahl der
4
Fibrosarkome in
der Studie
Primärtumor
( ∅ > 3 cm)
17
Rezidiv
(∅ ≤ 3 cm)
16
Rezidiv
( ∅ > 3 cm)
7
12
9
2
Von den 44 untersuchten Katzen hatten vier einen kleinen Primärtumor, 17 einen großen
Primärtumor, 16 Tiere hatten ein kleines Rezidiv und sieben hatten ein großes Rezidiv. Von
den 27 Katzen, die in die Studie aufgenommen wurden, wurden vier Katzen mit einem
kleinen Primärtumor, 12 Katzen einem großen Primärtumor, 9 Katzen mit einem kleinen
Rezidiv und zwei Katzen mit einem großen Rezidiv zur ersten Untersuchung vorgestellt. Als
kleine Tumoren wurden Tumoren mit einem Durchmesser von ≤ 3 cm bezeichnet. Tumoren
mit einem Durchmesser von > 3 cm wurden als große Tumoren bezeichnet.
Ergebnisse
3.2.8
72
Signifikant veränderte Blutwerte
40 40
AST-Mittelwerte
(U/l)
bezogen auf Tag 0
Mittelwert A
ST_B
30 30
20 20
Gruppe
10 10
GROUP
Kontroll-tiere
0
2 8 i.u.
1 x 10
virale Vektoren
0
4
-10
- 10
5 x 108 i.u.
virale5 Vektoren
0
0
2
2
3
3
TAG
Tage nach Operation
Abbildung 6: AST-Mittelwerte (U/l)
4
4
5
5
6
6
7
7
Ergebnisse
73
Tabelle 12: AST-Werte (U/l)
AST-Werte (U/l)
Katze [Nr.]
d0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
CTCGrad
13
17
8
11
11
16
10
12
9
6
8
9
12
13
13
18
12
7
11
11
11
11
13
13
10
10
11
d2
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
35
55
26
40
11
48
18
40
34
25
29
27
17
30
54
80
55
44
56
CTC- d3
CTC- d5
CTC- d7
CTCGrad
Grad
Grad
Grad
1
21
0
18
0
1
28
0
15
0
8
0
9
0
16
0
15
0
15
0
12
0
20
0
11
0
22
0
13
0
12
0
19
0
11
0
9
0
32
1
13
0
12
0
9
0
7
0
11
0
0
19
0
11
0
7
0
1
32
1
15
0
10
0
0
10
0
10
0
11
0
1
34
1
17
0
15
0
0
21
0
16
0
21
0
1
37
1
27
0
23
0
1
21
0
26
0
0
13
0
10
0
11
0
0
26
0
21
0
20
0
0
19
0
28
0
34
1
1
26
0
14
0
12
0
0
31
1
40
1
29
0
1
46
1
18
0
15
0
2
52
1
37
1
21
0
1
44
1
26
0
22
0
1
15
0
1
9
0
AST = Aspartat-Amino-Transferase; CTC = Common Toxicity Criteria; d = Tag;
Nr = Nummer
Ergebnisse
74
Am Tag 0 sind die AST-Werte aller 27 Katzen im Referenzbereich (Tabelle 12). Der ASTWert steigt bei allen Tieren bis Tag 2 an (Abb. 6). Ausnahmen bilden die Katze 3
(Kontrolltier) und die Katze 13 (Gruppe der mit 1x108 i. u. injizierten Tiere) die mit ihrem
AST-Wert stabil bleiben. Bei fast allen Tieren erhöht sich der AST-Wert um das doppelte
oder dreifache des Referenzwertes, zehn der untersuchten Tiere zeigen den CTC-Grad 1 und
ein Tier zeigt den CTC-Grad 2. Von diesen zehn Tieren mit den CTC-Grad 1 wurden drei
Tiere mit der Dosis 1x108 i. u. und fünf Tiere mit der Dosis 5x108 i. u. injiziert, zwei Katzen
waren Kontrolltiere. Das Tier (mit der Nr. 24) mit einer AST-Erhöhung von CTC-Grad 2
wurde mit einer Dosis von 5x108 i. u. behandelt. Bei den nicht behandelten Tieren fallen die
AST-Werte wieder sehr schnell in den Referenzbereich zurück (Abb. 6). Ab Tag 3 sind die
AST-Werte bei den Kontrolltieren wieder im Referenzbereich, nur noch acht Katzen (eine
Katze aus der Gruppe 2x107 i. u., zwei Katzen 1x108 i. u., fünf Katzen 5x108 i. u.) zeigen eine
geringe Erhöhung des AST-Wert (CTC-Grad 1). Die Katze 20 (Gruppe der mit 5x108 i. u.
injizierten Tiere) zeigt ihren höchsten AST-Wert am Tag 7. Die Gruppe 1x108 i. u. virale
Vektoren erreicht den Referenzbereich ab den siebten Tag. Die Gruppe 5x108 i. u. virale
Vektoren benötigt länger als die anderen Gruppen, um in den Refernzbereich
zurückzukommen. Ab d30 sind alle Tiere wieder im AST-Referenzbereich.
Tabelle 13: Ergebnisse statistischer Analyse (Vergleich Kontrolltiere zu der mit
5x108 i. u. Virus behandelten Gruppe) des Parameters AST [p-Wert]
Tage
2
3
4
5
6
7
14
30
60
90
p-Wert
0,543
0,025
0,183
0,179
0,009
0,004
0,740
0,848
0,578
0,083
Es konnte ein signifikanter Unterschied des Mittelwerts der beiden Gruppen für den
Parameter AST an den Tagen d3, d6 und d7 festgestellt werden.
Ergebnisse
3.2.9
75
Nicht-signifikant veränderte Parameter
Ergebnisse der statistischen Analyse der nicht-signifikanten CTC-Parameter (d2 – d90):
[p-Werte]
Tabelle 14: p-Werte der nicht-signifikant veränderten Parameter
Parameter
ALT
Kreatinin
Erythrozyten
Hämatokrit
Hämoglobin
Albumin
Lymphozyten
Stabkernige
Neutropile
Triglyzeride
d2
0,520
0,891
0,572
0,506
0,498
0,067
0,049
d3
0,618
0,410
0,859
0,793
0,705
0,112
0,221
0,212
d4
0,819
0,839
0,636
0,627
0,698
0,111
0,349
0,768
d5
0,969
0,909
0,624
0,522
0,644
0,208
0,366
0,953
Tage
d6
d7
0,839 0,947
0,909 0,734
0,993 0,811
0,765 0,722
0,730 0,728
0,317
0,968 0,154
0,861 0,318
d14
0,640
0,432
0,276
0,437
0,561
0,582
0,224
0,618
d30
0,452
0,381
0,241
0,058
0,047
0,601
0,905
0,860
d60
0,548
0,156
0,187
0,400
0,449
0,226
0,825
0,375
d90
0,822
0,072
0,450
0,473
0,375
0,041
0,366
0,394
0,011 0,438 0,657 0,998 0,563 0,213 0,238 0,605 0,830 0,281
ALT = Alanin-Amino-Transferase; d = Tag
Diese Meßwerte zeigten keine bzw. nur an einem Tag einen p-Wert auf dem 5 %
Signifikanzniveau. Es wurden zwölf Parameter statistisch ausgewertet. Die Parameter ALT,
Kreatinin, Erythrozyten, Hämatokrit, Hämoglobin, Lymhozyten und Gewicht (siehe 3.2.2.4)
zeigten an keinem Tag eine signifikante Veränderung. Hämoglobin zeigte am Tag 30,
Albumin am Tag 90, Stabkernige Neutrophile am Tag 2 und Triglyzeride am Tag 2 eine
signifikante Veränderung. Die Parameter AST (siehe 3.2.8) und Temperatur (siehe 3.2.5)
zeigten eine hohe Signifikanz.
Ergebnisse
3.2.10
76
Stammdatentabelle
2
wk
8
3420
3
wk
12
2840
4
mk
11
5050
13 2. Rezidiv, cran li
Schulterblatt,
1,0x2,0x1,0 cm, fest,
verschieblich,
1. OP vor 16 Mon,
2. OP vor 5 Mon, vor
2 Wo. bemerkt,
schnell gewachsen
15 Primärtumor, re
OberschenkelBauchwand,
4,0x3,0x2,0 cm, fest,
verschieblich, vor 6
Wo bemerkt, langsam
gewachsen
10 Primärtumor, re
Brustwand,
2,7x3,1x1,8 cm, derb,
gestilt, vor
3 Wo. bemerkt,
schnell wachsend
NK d14: seitlich der Wunde
Krusten, Ktz
kratzt,
MU/BU: neg
Abschlußuntersuchung
4200
Verlauf der
Studie
4
TumorAnamnese
Alter
mk
Wundlänge
cm/d1
Geschlecht
1
KGW
g /d0
Katze
Tabelle 15: Stammdatentabelle
Rezidiv d270,
li. Schulterblatt,
2,0x2,0x1,0 cm,
schnell
gewachsen,
Zyto: pos;
Besitzer lehnte
Amputation ab
zeigte die ersten Rezidiv d270,
7 Tage
Oberschenkel,
Inappetenz,
3x2x1cm, tief
AB: ungestört, wachsend,
NK d14
Zyto: pos,
Leckekzem
Rö:Lungenmetastasen, Eutha
Rezdiv d 270,
Inappetenz seit
4 d, Apathie,
Kachexie,
Dyspnoe,
Untertemperatur,
Metastase an
li Brustwand,
2x1x1 cm,
Zyto: pos,
Rö: Lungenmetastasen und
Flüssigkeitsansammlung; Eutha.
9 2.Rezidiv, cran. re
NK d7
Rezidiv d180
Schulterblatt,
Wundheilu1x0,5x0,5 cm; in
1,0x1,5x1,0 cm, fest, ngsstörung,
die Tiefe ziehend;
tiefziehend,
KlinikaufZyto: pos,
1. OP vor 9 Mon.;
enthalt bis d15, Operation, Patho:
2. OP vor 6 Wo; vor NK d60 Wunde Fibrosarkom
8d Uv, bemerkt, seit- abgeheilt
her unverändert
6
5540
6
mk
4
3860
7 Primärtumor,
Nacken,
2,1x2,0x1,4 cm, fest,
höckrig, liegt
breitflächig auf, vor
3 Wo bemerkt, geringgradig gewachsen
7
wk
12
3740
12 1. Rezidiv, li
Brustwand,
2,0x1,5x1,0 cm, fest,
beweglich, infiltrativ,
zwischen die Rippen
ziehend,
1. OP vor 1 Jahr, vor
ca. 6 Wo bemerkt,
langsam gewachsen
NK d14 Wundinfektion,
NK d90 Wundinfektion
abgeheilt
8
mk
5
4340
18 Primärtumor, zw
Schulterblättern,
8,0x6,0x3,5 cm, fest,
breit aufliegend,
beweglich, vor
4 Mon. bemerkt,
plötzlich gewachsen
Nachkontrolle
versäumt d60,
d90
9
mk
12
3570
11 Primärtumor,
Nacken,
4,2x4,0x2,5 cm,
verschieblich, derb,
zieht zw die Schulterblätter, aufgekratzt,
vor 3 Wo bemerkt,
schnell gewachsen
16 Primärtumor, li
NK d30 und
Brustwand,
NK d60 beim
5,0x4,2x2,5 cm, fest, pTA
verschieblich, Tumor
vor 3 Wo bemerkt,
schnell gewachsen
Abschlußuntersuchung
mk
TumorAnamnese
Alte
5
KGW
g /d0
Geschlecht
Verlauf der
Studie
77
Katze
Wundlänge
cm/d1
Ergebnisse
aus der Studie
ausgeschieden.
Tödlicher
Autounfall am
d355, Ktz war
rezdivfrei bis NK
d270.
Rezidiv d90,
1x1x1 cm, fest,
beweglich,
Zyto: pos,
erneute Operation.
Patho: Rezidiv
Abbruch der
Studie, da zwei
Nachkontrollen
versäumt
Rezidiv d180,
1x1x0,5 cm,
beweglich, fest,
Zyto: pos
wk
4
5200
12
mk
12
5680
13
wk
11
3060
14
wk
9
3960
Abschlußuntersuchung
11
7 2. Rezidiv, re
Oberschenkel,
2,0x1,0x0,5 cm,
weich, verschieblich,
1. OP vor 17 Mon, 2.
OP vor 7 Mon, vor 4
Wo bemerkt, langsam
gewachsen
21,5 Primärtumor, re
Brustwand,
7,5x5,5x4,2 cm, fest,
nicht beweglich, breit
auflegend, in die
Tiefe ziehend, vor
8 Wo bemerkt,
schnell gewachsen
20 Primärtumor zw
Schulterblättern,
5,0x6,0x3,5 cm, breit
aufliegend, in die
Tiefe ziehend, nicht
verschieblich, vor 4
Wo bemerkt, schnell
gewachsen
78
Verlauf der
Studie
4730
TumorAnamnese
11
Wundlänge
cm/d1
mk
KGW
g /d0
Alte
10
Katze
Geschlecht
Ergebnisse
Rezidiv d90,
1x0,5x0,5 cm,
weich, nicht
beweglich,
Zyt: pos,
Amputation,
Patho: Rezidiv
d3 + d4
Serombildung
d1 Wunddehiszenz und
Unterhautblutungen,
nochmals
Wundrevision,
großer Blutverlust. Bluttransfusion
rezidiv- und
metastasenfrei
NK d270
Metastase oder
Primärtumor an li
Brustwand, nach
nachgewiesener
Leukoseimpfung
vor 6 Wo
3x2x1 cm, verschieblich; Zyto:
pos, Op, Patho:
Fibrosarkom
8,5 Primärtumor, re
Apathie bis d12 Rezidiv d60,
Flanke,
1x0,5x0,5 cm,
2,5x1,0x1,0 cm,
Zyto: pos,
weich, beweglich, vor
Operation
4 Wo bemerkt,
schnell gewachsen
17 1. Rezidiv, re Flanke
rezidiv- und
6,0x9,0x4,0 cm, breit
metastasenfrei
aufliegend, tief in den
Bauch ziehend, nicht
beweglich, 1 OP
18 Mon; vor 6 Mon
bemerkt, langsam
gewachsen
7 Primärtumor, li
Brustwand,
1,5x2x1 cm, fest, fest
mit Rippen
verwachsen, vor
2 Mon bemerkt,
langsam gewachsen
16
wk
12
5640
14 Primärtumor,
Nacken,
2,5x2,5x2,0 cm, fest,
verschieblich,
aufgekratzt, vor
2-3 Mon bemerkt,
seit 3 Wo schnell
gewachsen
17
mk
10
5400
18
mk
7
4300
11 Primärtumor Rücken,
3,5 cm caud der
Schulterblätter
4,0x4,0x3,0 cm, fest,
verschieblich,
haarlos, rötlich, vor
1 Wo bemerkt,
schnelle Veränderung
5 2. Rezidiv, zw
Schulterblätterblättern, 1,0x1,0x1,0
cm, fest, nicht verschieblich, mit dem
re Schulterblatt
verwachsen, 1.OP:vor
24 Mon, 2. OP:
3 Mon, seit 4 Wo
neue Uv festgestellt,
langsam gewachsen
d15 Wundheilungsstörung, Abszeß
im Bereich der
Naht
2x1x1 cm,
Abszeßspaltung mit Drainage, NK d60
Wunde gut
verheilt
d9 stationäre
Wiederaufnahme bis d15,
galliges
Erbrechen,
Innapetenz,
Gastroskopie
und Kontrastmittelpassage:
obB, NK d30
Hautnekrose an
Injektionsstelle
Abschlußuntersuchung
3200
79
Verlauf der
Studie
9
TumorAnamnese
mk
KGW
g /d0
Alte
15
Katze
Geschlecht
Wundlänge
cm/d1
Ergebnisse
rezidiv- und
metastasenfrei
rezidiv- und
metastasenfrei
rezidiv- und
metastasenfrei
NK d30 und
NK d60 beim
pTA, Ktz
mußte aufgrund von
chronischen
Katzenschnupfen mit
Antibiotikum
behandelt
werden
rezidiv- und
metastasenfrei
mk
4
9680
21
mk
7
4400
22
mk
10
5850
11 Primärtumor, zw den
Schulterblättern,
4,4x2,7x2,5 cm, fest,
nicht beweglich, vor
6 Wo, festge-stellt,
schnell gewachsen
10 Primärtumor, zw den d14 Serom am
Schulterblättern,
caudalen
4,0x3,0x2,7 cm derb, Wundrand
beweglich, vor 3 Wo
bemerkt, sehr schnell
gewachsen
Abschlußuntersuchung
20
80
Verlauf der
Studie
5100
TumorAnamnese
7
Wundlänge
cm/d1
wk
KGW
g /d0
Alte
19
Katze
Geschlecht
Ergebnisse
rezidiv- und
metastasenfrei
Rezidiv d180,
2x1x1 cm, nicht
beweglich:
Zyto: pos
Operation; Patho:
Fibrosarkom, d255
zwei Metastasen
am Oberarm und
Oberschenkel,
Lungenmetasten
5 1. Rezidiv, cran li
d7 – d30 Wund- Rezidiv d60,
Schulterblattes,
heilungs0,3x0,2x0,2 cm,
0,5x0,5x0,5 cm, fest, störung,
beweglich, fest.
beweglich, Op: vor 9 Wundbehand- Zyto: pos,
Wo, vor 2 Wo
lung und
Operation, Patho:
bemerkt, schnell
Antibiose, NK Fibrosarkom,
wachsend
d30 und NK
Überweisung in
d60 beim pTA die Schweiz zur
Radiotherapie
d180 Exitus
aufgrund
Lungenmetastasen
8 2. Rezidiv, Rücken,
Katze aus der
3 cm caudal der
Studie
Schulterblättter,
ausgeschieden, da
1,0x1,5x1,0 cm, derb,
entlaufen (d320),
beweglich,
keine NK d360
1. OP: vor 8 Mon,
Abschlußunter2. OP: vor 4 Mon, vor
suchung, Katze
14 Tagen bemerkt,
war rezidivfrei bis
2 weitere stecknadel
NK d270
kopfgroße Uv, derb,
beweglich, unter
großer Uv
mk
9
4090
25
mk
11
26
wk
13
Abschlußuntersuchung
24
81
Verlauf der
Studie
5480
TumorAnamnese
8
Wundlänge
cm/d1
mk
KGW
g /d0
Alte
23
Katze
Geschlecht
Ergebnisse
15 2. Rezidiv, zw
Schulterblättern,
2,0x2,5x2,0 cm, derb,
breit aufliegend, nicht
verschieblich,
1. OP: vor 3 Mon,
2. OP: vor 6 Wo, vor
6 d bemerkt, seither
keine Veränderung
6 Primärtumor, li
Hüfte, größte Uv
4,0x4,5x3,0 cm, breit
aufliegend, derb,
nicht verschieblich,
vor 1 Jahr bemerkt,
langsam gewachsen,
zwei weiter Uv:
1,0x0,5x0,5 cm und
0,5x0,5x0,5 cm
d2 - d3 kleines
Serom am ventr
Wundrand
starke
Spannung auf
Wunde, Ktz bis
d14 apathisch
Rezidiv d360;
1x1x0,5 cm,
beweglich, derb,
Zyto: pos,
Operation, Patho:
Fibrosarkom
FIV: pos, bis
d14 Hautnekrose seitlich
der Wunde
Rezidiv d60,
2x1x0,5 cm, nicht
beweglich, fest,
Zyto: pos, Besitzer
wünscht keine
weiter Operation
d270 Eutha
6150
14 1. Rezidiv re
Brustwand,
3,0x3,0x2,0 cm, derb,
verschieblich,
1. OP: 3 Mon, vor
4 Wo festgestellt,
schnell wachsend
3 – d4 ventraler
Wundrand,
Serom;
Inappentenz
nach Klinikentlassung bis d10
Rezidiv d180,
1,5x2x1 cm, fest,
zw die Rippe
ziehend, Zyto: pos,
Operation, Patho:
Fibrosarkom
3720
18 2. Rezidiv, 3 kleine
Uv, zw den
Schulterblättern,
zwei:
0,8x1,2x0,5 cm,
drittes:
2,8x2,5x1 cm Serom
beweglich, breit
aufliegend,
fluktuierend, 1.OP:
vor 4 Mon, 2.OP: vor
3 Mon
d3 kleines
Serom am
ventralen
Wundrand,
d4 – d8
Emphysem am
ventralen
Wundrand
schlechte
Wundheilung,
Nachkontrolle
d30 versäumt
Rezidiv d90,
2x2x1,2 cm am li
Schulterblatt, nicht
beweglich, fest,
Zyto: pos,
Amputation,
Patho:
Fribrosarkom,
Exitus: d115
5100
11 Primärtumor, li
Brustwand,
2,1x1,3x0,5 cm, derb,
wenig ver-schieblich,
fest mit Rippe
verwachsen, nach
Punktion wurde
Tumor kleiner, vor
1 Wo bemerkt seither
nicht gewachsen
Abschlußuntersuchung
82
Verlauf der
Studie
TumorAnamnese
7
Wundlänge
cm/d1
mk
KGW
g /d0
Alte
27
Geschlecht
Katze
Ergebnisse
d3 – d14
rezidiv- und
dorsaler
metastasenfrei
Wundrand derb
verdickt
AB = Allgemeinbefinden; BU = Bakeriologische Untersuchung; caud = caudal ;
cm = Zentimeter; cran = cranial; d = Tag; dl = Deziliter; dors = dorsal; Eutha = Euthanasie;
FIV = Felines Immunschwächevirus; g = Gramm; gr = groß; kl = klein;
KGW: Körpergewicht; Ktz = Katze; li = links; mk = mannlich kastriert; Mon = Monat;
MU = Mykologische Untersuchung; neg = negativ; NK = Nachkontrollen; OP = Operation;
Patho = Pathologie; pos = positiv; Pr = Primärtumor; pTA = praktischer Tierarzt;
re = rechts; Rez = Rezidiv; Rö = Röntgen; Uv = Umfangsvermehrung; ventr = ventral
wk = weiblich kastriert, Wo = Woche; WS = Wirbelsäule; zw = zwischen; Zyto = Zytologie
Ergebnisse
3.2.11
83
Rezidive
Anzahl der Katzen
Rezidivrate
10
8
6
4
2
0
60 d
90 d
180 d
270 d
360 d
rezidivfrei
Rezidivzeit in Tagen
Abbildung 7: Rezidivfreie Zeit
Eine Katze (Nr. 5) ist vor dem Ablauf der Studie aufgrund eines Autounfalls am Tag 355
verstorben, sie war bei der Nachuntersuchung NK 270 rezidivfrei. Die Katze 8 ist aufgrund
von Nichteinhaltung der Nachuntersuchungstermine ausgeschieden. Eine Katze (Nr. 22) ist
nach d320 entlaufen, sie war bei der Nachuntersuchung d270 rezidivfrei.
Ergebnisse
84
Tabelle 16: Virusdosis - Rezidivzeit
Katze
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
Virusdosis
[i. u.]
0
0
0
2x107
0
0
2x107
0
2x107
2x107
1x108
1x108
1x108
1x108
5x108
5x108
5x108
5x108
2,5x108
5x108
2,5x108
5x108
5x108
5x108
5x108
0
0
Rezidivzeit
Rezidiv: d270
Rezidiv: d270
Rezidiv: d270
Rezidiv: d180
Studie abgebrochen, am d355 Autounfall, d270 rezdivfrei
Rezidiv: d90
Rezidiv: d180
Studie abgebrochen, da zwei Nachkontrollen versäumt
Rezidiv: d180
Rezidiv: d90
rezidivfrei
Metastase oder Primärtumor an linker Bauchwand, d270
Rezidiv: d60
rezidivfrei
rezidivfrei
Rezidivfrei
rezidivfrei
rezidivfrei
rezidivfrei
Rezidiv: d180
Rezidiv: d60
Studie abgebrochen, d320 Katze entlaufen, d270 rezidivfrei
Rezidiv: d360
Rezidiv: d60
Rezidiv: d180
Rezidiv: d90
rezidivfrei
d: Tag, rezidivfrei: kein Rezidiv bei NK d360; i. u. = infection Units
Acht Katzen waren bei der letzten Nachuntersuchung d360 rezidivfrei. Vier Katzen waren mit
der Virusdosis 5x108 i. u. behandelt. Zwei Katzen waren mit der Dosis 1x108 i. u. und eine
Katze mit der Dosis 2,5x108 i. u. injiziert worden. Nur eine der Kontrollkatzen war am Tag
der letzten Nachuntersuchung rezidivfrei.
Ergebnisse
85
Überlebensfunktionen
1,1
1001,0
,9
,8
Rezidivfreie Katzen in %
Kum. Überleben
70
50
30
10
,7
,6
Gruppe
,5
GROUP
5 x 108 i. u.
virale Vektoren
,4
V
,3
zensiert
V-zensiert
Kontrolltiere
Vektoren
,2
II virale
,1
II-zensiert
zensiert
0,0
100
200
300
360
0
370
360
350
340
330
320
310
300
290
280
270
260
250
240
230
220
210
200
190
180
170
160
150
140
130
120
110
10
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
0
Tage
nach Operation
TIME
Abbildung 8: Rezidivverlauf
Bis Tag 270 verlaufen die Kurven der Gruppe Kontrolltiere und behandelte Tiere mit
5x108 i. u. virale Vektoren ähnlich. Ab Tag 270 treten in der Kontrollgruppe verstärkt
Rezidive auf und die Gruppe 5x108 i. u. virale Vektoren bleibt rezidivfrei. In der Gruppe der
Kontrolltiere mußte bereits am Tag 30 eine Katze zensiert werden, da bei dieser Katze die
Nachuntersuchungstermine nicht eingehalten wurde. Ein Kontrolltier ist am Tag 355 vom
Auto überfahren worden. Eine Katze ist am Tag 320 entlaufen. Die Katzen waren in ihrer
letzten Nachuntersuchung (d270) rezidivfrei. Dies ist der Grund, warum die beiden Tiere am
Tag 270 zensiert wurden. Von den insgesamt 19 gentherapierten Tieren sind acht Katzen nach
Tag 360 rezidivfrei. Von den Kontrolltieren ist am Tag 360 nur eine Katze rezidivfrei. Die
Kurven der Kontrollgruppe und der gentherapierten Gruppe (Virusdosis 5x108 i. u.) zeigen
Ergebnisse
86
einen unterschiedlichen Verlauf, die statistische Untersuchung konnte jedoch keinen
signifikanten Unterschied (p-Wert: 0,220) feststellen
3.2.12
Metastasen
Von den 27 operierten Patienten zeigten fünf Katzen im Verlauf der Studie Metastasen. Dies
entspricht einer Metastasenrate von 18,5 %. Zwei Tiere (Nr. 2 und 7) zeigten ein Rezidiv und
Lungenmetastasen, zwei Tiere (Nr. 3 und 20) zeigten Metastasen an anderen Körperregionen
und Lungenmetastasen und ein Tier (Nr. 21) zeigte nur Lungenmetastasen
3.2.13
Nicht aufgenommene Patienten
In der Zeit der Patientenaufnahme in diese Studie wurden 44 Katzen vorgestellt und
untersucht. Es konnten 27 Katzen aufgenommen werden, 17 Katzen mußten aufgrund der
Ausschlußkriterien abgelehnt werden. Sieben Katzen wurden aufgrund von Metastasen
abgelehnt. Bei drei Katzen konnten Lungenmetastasen festgestellt werden, bei vier Katzen
konnten Metastasen an anderen Körperregionen ermittelt werden. Zwei Katzen konnten
aufgrund von Diabetes mellitus nicht in die Studie aufgenommen werden. Eine Katze wurde
bereits mit Chemotherapie und Bestrahlungstherapie vorbehandelt. Eine Katze zeigte ihr
Fibrosarkom an einer nicht adäquaten Lokalisation (Kopf). Drei Katzen mußten aufgrund
ihrer Aggressivität abgelehnt werden. Drei Katzen wurden aufgrund Tumoren, die einen zu
großen operativen Eingriff bedeutet hätten, nicht in die Studie aufgenommen. Eine Katze
benötigte eine Rippenplastik und zwei Katzen wurde eine Gliedmaße amputiert.
Diskussion
4
87
Diskussion
In der vorliegenden Arbeit wurden 27 Katzen mit einem Fibrosarkom untersucht und
behandelt. Das Ziel der vorliegenden Arbeit war die Planung und Durchführung einer
gentherapeutischen Studie bei Katzen mit Fibrosarkom. Ein weiteres Ziel war es, die Dosis an
Viren
bzw.
exprimiertem
Transgen
zu
ermitteln,
die
keine
nicht-tolerierbaren
Nebenwirkungen bei Katzen hervorruft. Die CTC-Tabelle wurde zur Ermittlung,
Klassifizierung und Bewertung von Nebenwirkungen herangezogen.
4.1
Gentherapie
In der Humanmedizin ist die Gentherapie bereits fester Bestandteil der Forschung und auch in
der Therapie wird sie mit steigendem Interesse angewendet. Weltweit gibt es ca. 4000
behandelte Patienten und etwa 400 klinische Gentherapiestudien.
Auch in der Tiermedizin wächst seit ca. fünf Jahren die Anzahl der klinischen Studien.
Während zu Beginn der 90er Jahre die Gentherapie in der Tiermedizin nur als Modell für die
Humanmedizin diente, sind in den letzten Jahren vermehrt Forschungsstudien bei
Krankheiten, die hauptsächlich bei Tieren auftreten, initiiert worden. Vali und Mac Ewen
(2000) veröffentlichten einen Bericht über die Vergleichsmöglichkeiten von Tumoren bei
Menschen und Tieren. Sie berichten, daß Tumoren bei Tieren gute Möglichkeiten für die
humane Tumorforschung bieten.
Das Fibrosarkom ist eine Krankheit, die in der Tiermedizin ein großes Problem darstellt.
Fibrosarkome in der Humanmedizin kommen selten vor und haben eine bessere Prognose und
eine bessere Heilungstendenz, als in der Tiermedizin. Die Ergebnisse der Gentherapie in der
Tiermedizin können jedoch auf solide Tumoren in der Humanmedizin übertragen werden. So
ist das Fibrosarkom als Modelltumor für die Humanmedizin gut etabliert und wissenschaftlich
allgemein akzeptiert.
Die Gentherapie in der Tiermedizin stellt somit eine Zwischenstufe zwischen Forschung für
die Humanmedizin und Therapie für die Tiermedizin dar. Immer mehr Tiermediziner setzen
Gentherapien ein, z. B. führte LeCouteur (1999) eine Gentherapie beim Gehirntumoren bei
Hunden durch, Quintin-Colonna et al. (1996) behandelten Hunde mit Melanomen und Katzen
Diskussion
88
mit Fibrosarkomen mit einer Kombination aus Radiotherapie und Gentherapie, Trovitch
(2000) berichtet von einer Gentherapie bei Hämophilie A und B bei Hunden.
4.2
Klinische Studie
4.2.1
Monitoring
Diese klinische Dosisfindungsstudie wurde nach den Richtlinien der Humanmedizin geplant
und durchgeführt.
Das Erfassen und Bewerten von Nebenwirkungen mit Hilfe der CTC-Tabelle (Common
Toxicity Criteria) Version 2.0, herausgegeben im April 1999 vom NCI (National Cancer
Institute), ist in der Humanmedizin mittlerweile ein wissenschaftliches Standardverfahren. In
der Tiermedizin ist ein solches Standardverfahren noch nicht etabliert. Einzelne Bestandteile
dieser Tabelle, wie die Beurteilung des Allgemeinbefindens mittels des von Kuffer (1996), für
die Katze modifizierten Karnofsky-Index (1948), finden jedoch schon Verwendung. Diese
vorliegende Studie wandte zum ersten Mal die komplexe CTC-Tabelle in einer für die
tiermedizinischen Belange varierten Form an. Die tiermedizinische Modifiktion ist dabei
durchaus innerhalb des Systems der CTC-Tabelle möglich, da bei jedem Organsystem ein
Hinzufügen oder Streichen einzelner Parameter auch für die humanmedizinische Anwendung
vorgesehen ist. Es wurden einige Parameter gestrichen (z. B. Schlaflosigkeit, Erinnerungsund Sprachvermögen), da diese Parameter nicht festgestellt werden konnten. 63 Parameter
wurden ausgesucht und vier hinzugefügt (kapilläre Füllungszeit, Schleimhautfarbe,
Hämatokrit und Palpation des Abdomens). Die in dieser Studie angewandte, modifizierte
CTC-Tabelle (Tabelle 1) beinhaltet somit 67 Nebenwirkungen. Weitere Parameter (z. B.
Atemfrequenz, Herzfrequenz, Puls), deren Bestimmung stark von der Untersuchungssituation
(z. B. Streß) beeinflußt wird, wurden zwar regelmäßig bestimmt und protokolliert, wurden
jedoch in der CTC-Tabelle nicht berücksichtigt.
Die Protokollführung ist eine wichtige Aufgabe jeder klinischen Studie. Alle Untersuchungen
und Ergebnissen wurden genau niedergeschrieben (Anlage 9.4 und 9.5). Das Protokoll mußte
sofort nach jeder Untersuchung geschrieben werden. Es wurde von der betreuenden Tierärztin
sowie von den Tierärzten, die für die Gentherapie verantwortlich waren, geführt.
Diskussion
89
Es wurden weitere immunologische Parameter z. B Interleukin-2-Wert und Antikörper gegen
Adenoviren bzw. gegen das transgene Protein (IL-2) bestimmt.
4.2.2
Durchführung
Für die Durchführung dieser Studie war die Interaktion mit den praktischen Tierärzten und
auch mit den Patientenbesitzern sehr wichtig. Da das Patientengut in der Chirurgischen und
der I. Medizinischen Tierklinik für diese Studie nicht ausreichte, wurden die praktischen
Tierärzte im Einzugsbereich Münchens über die Studie schriftlich (Anhang 9.1) informiert
und gebeten, Katzen mit Fibrosarkomen zu überweisen. Die Studie wurde von den
praktischen Tierärzte sehr gut angenommen und sie zeigten viel Interesse.
In dieser klinische Studie war man ebenso auf die Zusammenarbeit mit den Patientenbesitzern
angewiesen. Mit den Besitzern wurde ein ausführliches Aufklärungsgespräch gehalten und
Informationsblätter (Anhang 9.2) ausgehändigt. Die Besitzer wurden zweitägig über das
Befinden ihrer Katzen informiert. Die Kontrollen wurden bis auf wenige Ausnahmen
termingerecht eingehalten. Es gab nur wenige Gründe, wie z. B. Urlaub oder Krankheit der
Besitzer, die zum Verschieben der Nachuntersuchungstermine führten. Beim Festlegen der
Nachuntersuchungstermine konnte auch Rücksicht auf die Wünsche der Besitzer genommen
werden. Eine Abweichung von wenigen Tagen bei den Nachuntersuchungen d30 – d90 und
von bis zu einer Woche bei den weiteren vierteljährigen Nachkontrollen konnte akzeptiert
werden.
So
mußte
nur
eine
Katze
aufgrund
von
zwei
in
Folge
versäumten
Nachuntersuchungsterminen von der Studie ausgeschlossen werden. Mit den Besitzern wurde
über die Studie hinaus der Kontakt aufrecht erhalten.
Die Zusammenarbeit innerhalb der drei Kliniken (das Institut für Experimentelle Onkologie
und Therapieforschung des Klinikum Rechts der Isar, die I. Medizinische Tierklinik der
Universität München, die Chirurgische Tierklinik der Universität München) und der Firma
Transgène war sehr wichtig. Die festgelegten Arbeitsabläufe mußten genau eingehalten
wurden, denn nur so konnte gewährleistet werden, daß die Abläufe bei allen Katzen gleich
waren. Eine genau Planung war notwendig, die in dieser Studie auch weitgehend umgesetzt
wurde. Nur vereinzelt mußten die Abläufe geringfügig abgeändert werden, z. B. ein längerer
Klinikaufenthalt, da es sich um eine klinische Studie mit Patienten handelte und nicht um
Versuchstiere.
Diskussion
90
Vor allem das Zusammenspiel am Operationstag war sehr wichtig. Die Tiere mußten morgens
in die Chirurgie überwiesen werden. Nach der Operation wurden die Katzen noch in der
Narkose in die I. Medizinische Tierklinik zurückverlegt und erhielten ihre erste Vireninjektion.
Ein Chirurg operierte alle Katzen nach der gleichen Methode, was jedoch schwierig war, denn
jedes Fibrosarkom ist aufgrund seines individuellem Wachstumsverhaltens, und seiner
Beziehung zur anatomischen Umgebung ein Unikat. Die Einzelheiten der Operationsführung
mußten während der Operation entschieden werden. Es war wichtig, daß immer derselbe
Chirurg operierte, um die Prognose für alle Tiere möglichst nicht durch die Operationstechnik
zu beeinflussen.
4.2.3
Diskussion der Einzelergebnisse
4.2.3.1
Dosisfindung
Die Dosisfindung wurde durch Injektionen steigender Konzentrationen von Virusvektoren,
Messung des IL-2-Spiegels und Überwachung ihrer Toxizitäten erreicht. Die Gruppe mit
2x107 i. u. (n = 4); 1x108 i. u. (n = 4); 2,5x108 i. u. (n = 2) und die Kontrollgruppe
(n = 9) zeigten keine messbare IL-2-Plasmakonzentration (Tabelle 4). Die Tiere der Gruppe
5x108 i. u. virale Vektoren (n = 9) zeigten ein Maximum der IL-2-Konzentration von 160 bis
580 pg/ml am Tag 3. Die Virusdosis 5x108 i. u. wird als therapeutische Dosis in einer
klinischen Phase II-Studie verwendet.
4.2.3.2
Lokalisation und Stadium der Fibrosarkomerkrankung
Die Lokalisation der Fibrosarkome wird von Hartmann (1997) mit 70 % am Rumpf
angegeben. In der vorliegenden Arbeit befanden sich 78 % (21 Katzen der 28
aufgenommenen Katzen) der Fibrosarkome am Rumpf (Tabelle 10). Die häufigste
Lokalisation war bei zehn der aufgenommene 27 Katzen zwischen den Schulterblättern oder
an den Schulterblättern und bei acht Katzen an der seitlichen Brustwand. Auch Brodey
(1969), Bostock (1976), Ortmann (1986), Stiglmair-Herb (1987) sowie Neumann et al. (1990)
beobachten als Hauptlokalisation den Rumpf, hier bevorzugt die seitliche Brustwand.
Diskussion
91
Von den 27 Katzen, die in die Studie aufgenommen wurden, kamen vier Katzen mit einem
kleinen Primärtumor, zwölf Katzen einem großen Primärtumor, neun Katzen mit einem
kleinen Rezidiv und zwei Katzen mit einem großen Rezidiv zur ersten Untersuchung in die
I. Medizinische Tierklinik. Die hohe Zahl der großen Primärtumoren ist darauf
zurückzuführen, daß die Besitzer ihre Katzen nicht täglich streicheln und die Tumoren erst
sehr spät erkannt werden oder aber die Besitzer bemerkten die Tumoren, hoffen jedoch, es
wäre eine Umfangsvermehrung, die sich von alleine wieder zurückbildet. Erst wenn die
Tumoren ein sehr großes Ausmaß angenommen haben, konsultieren die Besitzer einen
Tierarzt. Die relativ große Anzahl der kleinen Rezidive ist zu erklären, daß die Besitzer
bereits das klinische Bild eines Fibrosarkom kennen und sensibilisiert sind. Die Besitzer
tasten ihre Katze häufiger ab und handeln bei einem erneuten Rezidivverdacht schneller.
4.2.3.3
Wachstumsverhalten der Fibrosarkome
Bostock et al. (1976) beobachteten eine Ulzeration der Fibrosarkome bereits im frühen
Entwicklungsstadium. In dieser Studie konnten Ulzerationen selten festgestellt werden. Die
Fibrosarkome sind erst bei einem großen Ausmaß ulzeriert. Somit kann der Aussage von
Ortmann (1986), Stiglmair-Herb und Ortmann (1987), und Hartmann (1997) zugestimmt
werden, die Fibrosarkome als selten ulzerierend beschreiben. Auch die Aussagen über die
Wachstumsdauer der Fibrosarkome, von einigen Tagen bis zu Jahren, von Stiglmair-Herb und
Ortmann (1987) und Bomhard (1996) stimmten mit den Ergebnissen dieser Studie überein.
4.2.3.4
Rezidivrate
Die rezidivfreie Zeit wurde aufgrund des klinischen Interesses ermittelt. Sie ist für das
primäre Studienziel der Definition einer maximal tolerierbaren Dosis nicht relevant. Von den
27 untersuchten und behandelten Katzen waren acht Tiere bei der Abschlußuntersuchung
nach 12 Monaten rezidivfrei (Tabelle 16 und Abb. 7). Dies ergibt eine Rezidivrate von 70,4 %
und entspricht damit der von Bostock und Dye (1979) und Stiglmair-Herb und Ortmann
(1987) ermittelten Rezidivrate von 70 %. Die rezidivfreie Zeit stimmt jedoch nicht überein.
Während Bostock und Dye (1979) und Stiglmair-Herb und Ortmann (1987) die rezidivfreie
Zeit mit durchschnittlich 3,5 Monaten angeben, liegt in dieser Untersuchung die rezidivfreie
Zeit bei durchschnittlich sechs Monaten. Von den nach einem Jahr rezidivfreien Tieren waren
Diskussion
92
vier Katzen mit der Virusdosis 5x108 i. u., zwei Katzen mit der Dosis 1x108 i. u., eine Katze
mit der Dosis 2,5x108 i. u. behandelt worden, ein Tier war Kontrolltier. Eine Berechnung der
rezidivfreien Zeit pro Gruppe ist aufgrund der geringen Fallzahl statistisch nicht sinnvoll. Nur
eine Katze der Kontrollkatzen war am Tag der letzten Nachuntersuchung rezidivfrei. Es muß
jedoch darauf hingewiesen werden, daß eine Katze aufgrund versäumter Nachuntersuchungen
und zwei Katzen aufgrund eines Verkehrsunfalls bzw. Entlaufens nicht miteinbezogen
wurden. Diese beiden Tiere waren bei der Nachkontrolle d270 rezidivfrei und die Besitzer
sagten aus, daß ihre Katzen bis zum Tag des Unfalls bzw. des Verschwindens rezidivfrei
waren. Es muß darauf hingewiesen werden, daß es sich meist um freilaufende Tiere handelte,
bei denen die Gefahr eines Unfalls und somit das frühzeitige Ausscheiden aus der Studie
größer war, als bei Versuchstieren.
4.2.3.5
Metastasenrate
Von den 44 untersuchten Tieren konnten sieben Tiere aufgrund von Metastasen nicht
aufgenommen werden. Drei der Tiere zeigten Metastasen in der Lunge und vier Tiere hatten
Metastasen an anderen Körperregionen. Von den 27 operierten Patienten zeigten fünf Katzen
im Kontrollzeitraum Metastasen. Zwei Tiere ( Nr. 2 und 7) zeigten ein Rezidiv und
Lungenmetastasen, zwei Tiere (Nr. 3und 20) zeigten Metastasen an anderen Körperregionen
und Lungenmetastasen und ein Tier (Nr. 21) zeigte nur Lungenmetastasen. Die
Metastasenrate von den aufgenommenen Tieren lag bei 18,5 % der untersuchten Tiere.
Bostock und Dye (1979); Stiglmair-Herb und Ortmann (1987) sowie Hendrick (1994) geben
die Metastasenrate mit 9 – 11 % an. Mauldin (1979) gibt die Metastasenrate mit 25 % an.
Somit liegt die in dieser Studie ermittelte Metastasenrate von 18,5 % im Bereich der in der
Literatur angegebenen Werte. Die Anzahl der Katzen war jedoch zu gering, um eine feste
Aussage über die Metastasenrate treffen zu können. Nach Ortmann (1986), Stiglmair-Herb
und Ortmann (1987) und Hendrick (1999) treten Metastasen vorwiegend in regionären
Lymphknoten, in Extremitäten, in der Lunge, selten in der Niere oder der Milz auf. Bei den
wenigen Studienpatienten mit Metastasen konnten klinisch nur Lungenmetastasen und
Metastasen an anderen einer klinischen Untersuchung zugänglichen Körperregionen
festgestellt werden, da keine Sektion durchgeführt wurde, um eventuelle Metastasen in
regionale Lymphknoten oder in anderen Organen feststellen zu können.
Diskussion
4.2.3.6
93
Altersverteilung
Die Altersverteilung mit 8 – 9 Jahren (Abb. 5) steht im Einklang mit den Angaben von
Ortmann (1986), Stiglmair-Herb und Ortmann (1987), Hendrick et al. (1994), Bomhard
(1996), Hartmann (1997) und Hershey et al. (2000). Sie geben die Altersverteilung zwischen
acht und zehn Jahren an. Kass et al. (1993) berichtet von zwei Peaks im Alter von 6 – 7 und
10 – 11 Jahren, dieses Ergebnis läßt sich in dieser Studie nicht bestätigen.
4.2.3.7
Geschlechtsverteilung
Nach Stiglmair-Herb (1987), Kass et al. (1993), Doddy et al. (1996) Hartmann (1997),
Hendrick (1999) und Kessler (2000) konnte bisher keine Geschlechtsdisposition beim
Fibrosarkom bestimmt werden. In dieser Studie waren 18 der aufgenommen Katzen männlich
und 9 Katzen weiblich, das ergab ein Verhältnis von männlich/ weiblich von 2 : 1. Dies würde
für eine Geschlechtsdisposition sprechen. Die Anzahl der Katzen ist jedoch nicht ausreichend
groß um eine Geschlechtsdisposition statistisch exakt erfassen zu können.
4.2.3.8
Beobachtete Nebenwirkungen
In dieser Studie wurden nur für die Parameter Temperatur, AST, Gewicht und
Wundheilungsstörungen in der CTC-Tabelle Toxizitätsgrade von 2 oder 3 dokumentiert. Um
die Abschätzung, inwiefern die beobachteten Nebenwirkungen mit der Gentherapie
zusammenhängen, fundierter treffen zu können, wurden drei dieser Parameter (Gewicht,
Temperatur und AST) (Tabelle 6, 8 und 13) sowie neun weitere (ALT, Kreatinin,
Erythrozyten, Hämatokrit, Hämoglobin, Albumin, Lymphozyten, Stabkernige Neutrophile,
Triglyzeride) (Tabelle 14) statistisch untersucht. Die Veränderungen der Wundheilungsstörungen wurde nicht statistisch untersucht, da die Wundheilungsstörungen der zwei Katzen
(Katze 12 und 15, Tabelle 9), die am Tag 1 bzw. am Tag 15 einen Toxizitätsgrad 3 zeigten, in
keiner Verbindung mit der Gentherapie standen und aufgrund des Verhaltens der Katzen
entstanden sind. Es wurde jeweils die volltherapierte Gruppe mit der Kontrollgruppe
verglichen.
1. AST-Erhöhung: Der AST-Wert ist sowohl bei der Gruppe der volltherapierten als auch bei
der Gruppe der Kontrollkatzen bis Tag 2 stark angestiegen (Abb. 6). Der starke Anstieg ist
Diskussion
94
durch die Operation bzw. das große Wundgebiet zu erklären. Der hohe AST-Wert ist durch
die Operationswunde und das damit verbundene Trauma, sowie mit der Stoffwechsel- und
Kreislaufbelastung während einer Anästhesie zu erklären. In der Gruppe der nur operierten
Tiere wurde der Referenzbereich bereits am Tag 4 wieder erreicht. In diesen vier Tagen ist
das Operationstrauma abgeklungen. In der Gruppe der gentherapeutisch volltherapierten
Katzen hat sich der AST-Referenzbereich erst später wieder normalisiert (Tabelle 12). Diese
Tiere wurden sieben Tage lokal injiziert, was wahrscheinlich zu einem verlängerten
entzündlichen Reiz des Gewebes führte. Für adenovirale Vektoren ist außerdem eine hohe
Affinität zur Leber und die Nebenwirkung einer Leberzellschädigung nachgewiesen. Die
Erhöhung des AST-Wertes ist somit im Zuge des CTC-Bewertungsprozesses wahrscheinlich
(CTC-Korrelationsgrad 4) auf die Gentherapie zurückzuführen.
Temperaturerhöhung: In der Gruppe der therapierten Tiere war ein Temperaturanstieg vor
allem an Tag 3 zu erkennen. Es wurde ein statistisch signifikanter Unterschied in der
Temperatur von den volltherapierten und Kontrolltieren festgestellt (Tabelle 8). In der
volltherapierten Gruppe wurde bei drei Katzen eine Körpertemperatur von über 40 °C
gemessen (Tabelle 7). An Tag 3 zeigten 13 der 27 behandelten Katzen eine
Temperaturerhöhung, fünf Tiere hatten eine Temperaturerhöhung CTC-Grad 2 von denen drei
Tiere mit der Dosis 5x108 i.u injiziert waren (Abb. 4). Buscher et al. (1999) und QuintinColonna et al. (1996) berichten von Fieber als Nebenwirkungen einer Gentherapie mit
Zytokinen. Die Temperaturerhöhung, die zudem statistisch signifikant mit der applizierten
Vektormenge korreliert, kann auf die Wirkung der Gentherapie zurückgeführt werden, somit
wird das Fieber als therapieverbunden eingestuft (CTC-Korrelationsgrad 4). Es konnte ein
deutlicher signifikanter Unterschied in den Tagen d4 – d7 festgestellt werden. Die Tiere
wurden bis Tag 6 gentherapeutisch behandelt. Es bedurften jedoch nur drei Katzen
therapeutischer Maßnahmen (Metamizol, 20 mg/kg KGW, Novalgin), da sie Fieber über
40,0 °C und reduziertes Allgemeinbefinden zeigten. Ferner muß drauf hingewiesen werden,
daß vor allem an den ersten beiden postoperativen Tagen der Untersuchung die Temperatur
auch bei Kontrolltieren erhöht war, was mit dem operativen Eingriff erklärt werden kann.
Gewichtsveränderung: Eine Katze (Katze Nr. 14, die mit 1x108 i. u. virale Vektoren behandelt
wurde) zeigte einen Gewichtsverlust von 23 % = CTC-Toxizitätsgrad 3 (Tabelle 5). Der
durchschnittliche Gewichtsverlust aller 27 behandelten Katzen liegt bei 6,6 % = CTC-Grad 1.
Ein Tier (Katze Nr. 13 die mit 1x108 i. u. virale Vektoren behandelt wurde) hatte eine
Diskussion
95
Gewichtszunahme von 15,7 % = CTC-Grad 2 (Tabelle 5). Die Futteraufnahme war unter
anderem abhängig vom Allgemeinbefinden der Katze, beeinflußt von der ungewohnten
Umgebung und der Zutraulichkeit der Katze. Sensible und ängstliche Katzen zeigten
Appetitlosigkeit und Gewichtsverlust. Katzen sind sehr empfindliche Tiere, sie zeigen ihr
Unwohlsein auch ohne gesundheitliche Schäden in Inappetenz. Katzen dieser Studie, die mehr
als 15 % ihres Körpergewichtes verloren haben, waren sensible, ängstliche und
besitzerbezogene Katzen. Katze Nr. 13, die eine Gewichtszunahme von 15,7 % zeigte, war
sehr zutraulich und zeigte kein Unwohlsein in der Klinik. In dieser Studie konnte kein
signifikanter Unterschied beim Gewichtsverlust aufgrund der zusätzlichen Gentherapie oder
aufgrund der Operation alleine ermittelt werden. Der Gewichtsverlust, den die gentherapierten
Tiere gezeigt haben, (z.T. bis CTC-Toxizitätsgrad 2) ist also wahrscheinlich nicht mit der
zusätzlichen Gentherapie korreliert (CTC-Korrelationsgrad 1). Es konnte kein signifikanter
Unterschied in den statistischen Untersuchungen festgestellt werden.
Ferner
konnten
lokale
Entzündungen
und
Blutbildveränderungen
als
mögliche
Nebenwirkungen des Gentransfers beobachtet werden. Auch diese Nebenwirkungen wurden
von Buscher et al., 1999 und Quintin-Colonna et al., 1996 beschrieben. Alle beobachteten
Nebenwirkungen waren vorübergehend und bedurften keiner oder nur einfacher
therapeutischer Gegenmaßnahmen und korrelierten statistisch nicht mit der zusätzlichen
Therapie.
Es wurden nur zwei Wundheilungsstörungen mit dem Toxizitätsgrad 3 beobachtet
(Tabelle 9). Diese Wundheilungsstörungen konnten nicht in Verbindung mit der Gentherapie
gebracht werden. Die Katze Nr. 12 (Tabelle 9) hatte am Operationstag in der Aufwachphase
eine Nahtdehiszens. Bei der Katze 15 (Tabelle 9) mußte am Tag 15 ein Abszeß an der Wunde
operativ gespalten werden. Diese Katze schleckte vermehrt an der Wunde. 15 Katzen mußten
mit einfacher Wundtoilette versorgt werden. Es zeigte sich vor allem an d2 – d5 Schwellung
und Schmerzhafigkeit an der Wunde, die aufgrund der normalen Wundheilung gegeben war.
Es konnte kein Unterschied in der Wundheilung der volltherapierten Tiere und Kontrolltiere
festgestellt werden, somit steht die Wundheilungsstörung in keinem Zusammenhang mit der
gentherapeutischen Behandlung (Korrelationsgrad 1).
Diskussion
4.3
96
Schlußbetrachtung
In der vorliegenden Studie wurde das Ziel die Planung und Durchführung einer
gentherapeutischen Studie erfüllt. Es konnte die Virusdosis ermittelt werden, die keine
schwerwiegenden Nebenwirkungen hervorruft. Zur Überwachung und Bewertung der
Nebenwirkungen hat sich die für den tiermedizinischen Gebrauch modifizierte CTC-Tabelle
bewährt. Die Virusdosis 5x108 i. u. wird als Standarddosis für die folgende klinische
Phase II-Studie verwendet werden.
Zusammenfassung
5
97
Zusammenfassung
“Klinische Phase I-Studie zur gentherapeutischen Immunstimulation durch
Interleukin-2 und Interferon γ als adjuvante Behandlung des
felinen Fibrosarkoms“
Für Katzen mit Fibrosarkomen gibt es bislang keine sichere und effektive Behandlung.
Fibrosarkome rezidivieren auch nach sorgfältiger chirurgischer Exzision des Tumors,
durchschnittlich drei bis sechs Monate nach der Operation zu einem hohen Prozentsatz.
Neue Hoffnung liegt in der Gentherapie. Das Grundprinzip dieser Behandlung basiert auf
klinischen Beobachtungen aus vorausgehenden Studien mit Fibrosarkomen bei Katzen und
natürlich auftretenden oralen Melanomen beim Hund (Quintin-Colonna et al., 1996).
Das Institut für Experimentelle Onkologie und Therapieforschung des Klinikums Rechts der
Isar, die I. Medizinische Tierklinik der Universität München, die Chirurgische Tierklinik der
Universität München und die Firma Transgène aus Straßburg führten diese Therapiestudie
durch.
Nach chirurgischen Tumorexstirpation wurde das umgebene subkutane Gewebe durch
gentechnisch veränderte Adenoviren zur Produktion von tumorozidem Interleukin-2 (IL-2)
und Interferon γ (IFNγ) angeregt.
Dieses Adenovirus-vermittelte Transfer von IL-2- und IFNγ-Genen bewirkt einen
antitumorösen Effekt. Das IL-2-Zytokin führt zu einer Steigerung der nicht spezifischen
Immunantwort, wie Natürliche Killerzellen (NK) und lymphokin-aktivierte Killerzellen
(LAK), und eine Steigerung der zytotoxischen T-Lymphozyten (CTL)-Antwort. IFNγ steigert
die Expression von MHC-Klasse-I- und Klasse-II-Molekülen und stimuliert so die Antigenpräsentation.
Die Adenoviren werden nach Tumorexstirpation direkt s. c. in das Wundgebiet gespritzt. Die
Katzen verbleiben neun Tage in der Tierklinik. Sie werden am Tag 1,2,3,6,7 gentherapeutisch
behandelt.
Zusammenfassung
98
Ein modifizierter CTC-Katalog (Common Toxicity Criteria) Version 2.0 wurde zur Erfassung
und Bewertung der Toxizität benutzt. Es wurden mögliche Nebenwirkungen aus diesem
Katalog ausgewählt und weitere Nebenwirkungen, die in der Tiermedizin relevant sind,
hinzugefügt.
Beobachtete mit der zusätzlichen Gentherapie korrelierte Nebenwirkungen, waren eine
Steigerung der Serum-AST-Aktivität und die Erhöhung der Körpertemperatur. Alle
beobachteten Nebenwirkungen waren vorübergehend und bedurften keiner oder nur einfacher
therapeutischer Gegenmaßnahmen. Das Profil der Nebenwirkungen entspricht zum Teil dem
schon bekannten Profil der Zytokine.
Die Dosisfindung wurde durch Injektion steigender Konzentrationen von Virusvektoren,
Messung des IL-2-Spiegels und Überwachung der Toxizität erreicht. Die Gruppe mit
2x10 7 i. u. (n = 4) und 1x10 8 i. u. (n = 4) und 2,5x10 8 i. u. (n = 2) und die Kontrollgruppe
(n = 8) zeigten keine meßbare IL-2-Plasmakonzentration. Die Tiere der Gruppe 5x10
8
i. u.
(n = 9) zeigten ein Maximum von IL-2-Konzentration 160 bis 580 pg/ml am Tag 3. Diese
Vektordosis wurde von den Katzen bis auf einen vorübergehenden Temperaturanstieg oder
einen temporären Anstieg der Serum-AST-Aktivität gut vertragen und wird nun als
Standarddosis für die klinische Phase II-Studie verwendet.
Summary
6
99
Summary
„Phase-I clinical trial on the adjunctive treatment of feline fibrosarcomas with
gene therapy (immunostimulation with interleukin-2 and interferon γ)“
No safe and effective treatment exists for cats with fibrosarcomas. Fibrosarcomas recur even
after careful surgical excision of the tumor, on average three to six months post-operatively at
a high percentage.
New hope lies in gene therapy. The underlying principle of this treatment modality is based
on clinical observations and previous studies of fibrosarcomas in the cat and on naturally
occurring oral melanomas in the dog (Quintin-Colonna et al., 1996).
The Institut für Experimentelle Onkologie und Therapieforschung at the Klinikum Rechts der
Isar, the Veterinary Internal Medicine and Surgery Clinics at the University of Munich and
the company Transgene in Strasbourg carried out this therapeutic trial.
Following surgical excision of the tumor, the surrounding subcutaneous tissue was stimulated
to produce tumoricidal interleukin-2 (IL-2) and interferon γ (INFγ) by means of a genetically
altered adenovirus. The adenovirus mediated transfer of IL-2 and IFN-γ genes has an
antitumor effect. The IL-2-cytokine enhances the non-specific immune response, including
natural killer cell (NK) and lymphokine-activated killer cell (LAK) activity, as well as
strengthening the cytotoxic T-lymphocyte response. IFNγ stimulates the expression of MHCclass-I- and class-II-molecules and also stimulate antigen processing.
Following tumor excision, the adenoviruses are injected directly into the subcutaneous tissue
surrounding the surgery site. The animals remain in the clinic for 9 days. They are treated
with gene therapy on days 1,2,3,6, and 7.
A modified CTC-catalog (common toxicity criteria ) version 2.0 was employed for the
registration and evaluation of toxicity. To the side-effects selected from this catalog,
additional side-effects with veterinary relevance were added.
Summary
100
Observed side effects: Elevated serum AST activity and fever. All of the observed side effects
were transient and required no or only simple therapeutic interventions; the profile of sideeffects partially corresponds with the known profile for the cytokines.
The ideal dose was determined by injections of increasing concentrations of the viral vector,
measurement of serum IL-2 levels, and observation of toxicity. The groups injected with the
2x10
7
i. u. (n = 4) and 1x10
8
i. u. (n = 4) and 2,5x10 8 i. u. (n =2) concentrations and the
control group (n = 8) showed no measurable IL-2 plasma concentrations. The animals in the
5x10
8
i. u. group showed a maximum IL-2 concentration of 160 to 580 pg/ml on day 3.
Except for transient rises in body temperature or transient increase of the serum AST-level,
this vector dosage was well tolerated by cats and is being used as the standard dosage in the
phase-II clinical trial.
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Warrlich
A.
Gleichzeitiges
Vorkommen
eines
Fibrosarkoms
Plattenepithelkarzinoms der Mundschleimhaut im Oberkiefer bei einer Katze.
Prakt. Tierarzt 1995; 3: 213-214
und
eines
Withrow SJ. The evolution of veterinary surgical oncology. Clin Techn Small Anim Pract
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Abkürzungsverzeichnis
8
Abkürzungsverzeichnis
Abb.
Abbildung
Abd
Abdomen
Adsp
Adspektion
AF
Atemfrequenz
AK
Antikörper
ALT
Alanin-Amino-Transferase
AP
Alkalische Phosphatase
AST
Aspartat-Amino-Transferase
Ausk
Auskultation
AZ
Aktenzeichen
bzw.
beziehungsweise
C
Celsius
ca.
circa
caud
caudal
cm
Zentimeter
cran
cranial
CTC
Common Toxicity Criteria
d
Tag
DAB
Deutsches Arzneibuch
dl
Deziliter
DM
Deutsche Mark
DNA
desoxiribonucleid acid
DNS
Desoxiribinonukleinsäure
EDTA
Ethylendiamintetraazetat
ELISA
enzym-linked immunosorbent assay
etc.
et cetera
FeLV
Felines Leukose Virus
FeSV
Felines Sarkom Virus
FIV
Felines Immunschwächevirus
FOCMA
feline onocorna virus associated antigen
FSA
Fibrosarkom
111
Abkürzungsverzeichnis
µg
Mikrogramm
g
Gramm
Hb
Hämoglobin
HF
Herzfrequenz
i. v.
intravenös
IL
Interleukin
INF
Interferon
IU
Internationale Einheit (unit)
i. u.
infection Units
kg
Kilogramm
KFZ
kapilläre Füllungszeit
KGW
Kilokörpergewicht
KM
Körpermasse
KOF
Körperoberfläche
l
Liter
LMU
Ludwig-Maximillians-Universität
m²
Quadratmeter
mg
Milligramm
MHC
major histocompatibility complex
Mi
Mittwoch
min
Minuten
µl
Mikroliter
ml
Milliliter
µmol
Mikromol
mol
Mol
mmol
Millimol
I. MTK
I. Medizinische Tierklinik
neg
negativ
nm
Nanometer
nmol
Nanomol
op
Operation
PDGF
platelet-derived groth factor
pg
Pikogramm
pos
positiv
112
Abkürzungsverzeichnis
Prof.
Professor
RNS
Ribonukleinsäure
S
Sicherheitsstufe
s. c.
subkutan
SD
Standardabweichung
segm.
segmentkernig
SH
Schleimhäute
stab.
stabkernig
T4
Thyroxin
Tab.
Tabelle
TNF
Tumornekrosefaktor
V.
Vena
WHO
World-Health-Organisation
z. B.
zum Beispiel
113
Anhang
9
Anhang
9.1
Tierärztliches Informationsschreiben
114
Information Therapie des felinen Fibrosarkoms
I. Medizinische Tierklinik und
Chirurgische Tierklinik
der Ludwig-Maximilians-Universität
Veterinärstr. 13, 80539 München
Institut für Experimentelle Onkologie
der Technischen Universität
Ismaninger Str. 22
81675 München
Sehr geehrte Kolleginnen und Kollegen!
Die Therapie des Fibrosarkoms der Katze ist ein aktuelles Problem. Wie Sie wissen, kommt
es auch nach sorgfältiger chirurgischer Exzision des Tumors sehr oft zu Rezidiven. Die
Chemotherapie liefert bis heute keine befriedigenden Resultate und ist mit dem Risiko von
Nebenwirkungen behaftet.
Neue Hoffnung liegt in der Gentherapie. Die Rezidivrate bei felinen Fibrosarkomen konnte
in der Studie von Quintin-Colonna (1996)1 von 69 % auf 31 % gesenkt werden. Die Therapie
wurde von den Katzen sehr gut vertragen und die Nebenwirkungen beschränkten sich auf
lokale Entzündungsreaktionen.
Das Institut für Experimentelle Onkologie und Therapieforschung des Klinikums Rechts der
Isar, die I. Medizinische Tierklinik und die Chirurgische Tierklinik der Universität München
führen eine Therapiestudie bei Katzen mit einem im Vergleich zu Quintin-Colonna
erweiterten Therapiekonzept durch. Nach chirurgischen Tumorexzision durch Herrn Prof. Dr.
Roberto Köstlin wird das die Tumorexzision umgebene subkutane Gewebe durch
gentechnisch veränderte Adenoviren zur Produktion von tumorizidem Interleukin (IL2) und
Interferon γ (IFNγ) angeregt. Diese Proteine werden auch vom Körper zur Tumorbekämpfung
gebildet. Sie fördern die unspezifische Immunabwehr und verstärken die Zytotoxizität von
Makrophagen. Eventuelle im Operationsgebiet verbleibende Tumorzellen sollen so abgetötet
werden. Die Adenoviren selbst sind replikationsunfähig und werden durch die einsetzende
Antikörperbildung allmählich eliminiert. Die Tiere verbleiben - nach der Exzision des Tumors
durch die Chirurgische Tierklink - für die Zeit der Gentherapie in der Medizinischen
Tierklinik.
Die Operation, der stationäre Aufenthalt (9 Tage, von Dienstag bis Mittwoch) und sämtliche
Kontrolluntersuchungen sind kostenfrei.
Anhang
115
Kriterien für den Einstieg in die Gentherapiestudie:
•
•
•
•
•
•
Felines Fibrosarkom – Erstmanifestation oder Rezidiv – am Rumpf
gutes Allgemeinbefinden
keine Metastasen
keine Kortikosteroide in den letzten 8 Wochen
keine Vorbehandlung durch Radiotherapie, Chemotherapie, Gentherapie
keine andere Krebskrankheit in der Anamnese
Die Studie ist z.T. industriegefördert. Wir können Ihnen daher eine Aufwandsentschädigung
von DM 150,- für jede von Ihnen in die Studie eingebrachte Katze überweisen.
Wir sind telefonisch, per Fax und direkt über eine Handynummer zu erreichen:
0171 4365861 Frau Wieland (Doktorandin Firbrosarkomstudie)
0174 2399291 Prof. Hirschberger (geändert)
In der onkologischen Sprechstunde erfolgt keine Beratung, Diagnostik oder Therapie, die
nicht direkt mit dieser Therapiestudie in Verbindung steht. Die Patienten werden für jede
andere Beratung, Diagnostik oder prophylaktische Maßnahme wieder an Sie
zurücküberwiesen.
Wir verabreden mit dem Tierbesitzer einen Termin außerhalb der Kliniksprechstunde. Es
gibt keine Wartezeiten.
Mit freundlichen Grüßen
gez. Prof. Dr. J. Hirschberger
1
Quintin-Colonna F, Devauchelle P, Fradelizi D, Mourot B, Faure T, Kourilsky P,
Roth C, Mehtali M. Gene therapy of spontaneous canine melanoma and feline fibrosarcoma
by intratumoral adminstration of histoincompatible cells expressing human interleukin-2.
Gene Therapy 1996; 3: 1104-1112
Anhang
9.2
116
Informationsschreiben für den Besitzer
I. Medizinische Tierklinik und
Chirurgische Tierklinik
der Ludwig-Maximilians-Universität
Veterinärstr. 13, 80539 München
Institut für Experimentelle Onkologie
der Technischen Universität
Ismaninger Str. 22
81675 München
Informationsblatt zur Teilnahme an einer klinischen Forschungsstudie
Interleukin- und Interferon-Gentherapie als Zusatztherapeutikum in der
veterinärmedizinischen Onkologie
Sehr geehrte Katzenbesitzerin, sehr geehrter Katzenbesitzer,
Ihnen wurde angeboten, mit Ihrer Katze an einer klinischen Forschungsstudie teilzunehmen.
Was ist eine klinische Forschungsstudie?
Die Tierärzte der Universitätstierkliniken untersuchen die Entstehung und den Verlauf von
Krankheiten und bemühen sich, verbesserte Methoden der Diagnostik und der Behandlung zu
entwickeln. Dies nennt man klinische Forschung. Werden Patienten erstmals mit einer neu
entwickelten Methode behandelt, bezeichnet man das als klinische Forschungsstudie. Die
Teilnahme an einer klinischen Forschungsstudie ist grundsätzlich freiwillig.
Bevor Sie entscheiden, ob Sie mit Ihrer Katze an einer solchen klinischen Forschungsstudie
teilnehmen wollen, müssen Sie sowohl die Vorteile als auch die Risiken kennen. Dieses Ihnen
vorliegende Informationsblatt möchte Inhalt und Zweck der klinischen Forschungsstudie
sowie Vor- und Nachteile für Ihre teilnehmende Katze möglichst genau darlegen. Sie haben
weiterhin die Möglichkeit, mit dem Arzt, der Ihre Katze behandelt, ein ausführliches
Beratungsgespräch zu führen.
Wenn Sie sich nach dieser Aufklärung und Beratung für die Teilnahme Ihrer Katze an der
klinischen Forschungsstudie entscheiden, werden Sie gebeten, ein entsprechendes Formblatt
(Einwilligungserklärung) zu unterschreiben. Sie erhalten dann eine Kopie dieser Erklärung,
die Sie aufbewahren sollten.
Beschreibung der Studie
Die Behandlung von Katzen, die an einem Fibrosarkom leiden, mit der momentan üblichen
Methode (operative Entfernung des Tumors) hat sich als enttäuschend erwiesen. In weit mehr
als 50 % der Fälle rezidiviert der Tumor, d. h. daß es nach einer gewissen Zeit zu einem
erneuten Tumorwachstum an der selben Stelle kommt.
Neuere Untersuchungen deuten darauf hin, daß das Immunsystem eines Krebspatienten –
Mensch oder Tier - fähig sein kann, gegen die Krebserkrankung zu kämpfen und selbst den
Anhang
117
Tumor zu zerstören. Deshalb werden Behandlungsformen geprüft, die auf eine Stärkung der
körpereigenen Immunreaktion ausgerichtet sind.
In der hier beschriebenen Studie wird zur Stärkung der körpereigenen Immunreaktion ein
spezieller Impfstoff verwendet, der aus gentechnisch veränderten Adenoviren hergestellt wird.
Mithilfe der Studie sollen Wirksamkeit und mögliche Nebenwirkungen dieses Impfstoffes
bewertet werden.
Die bei Ihrer Katze verwendeten Viren sind außerdem gentechnisch so behandelt worden, daß
sie sich nicht mehr vermehren und damit keine virale Erkrankung im üblichen Sinne
hervorrufen können.
Beschreibung der wissenschaftlichen Vorgehensweise und der Verfahren
Der Impfstoff dieser klinischen Studie wird aus Adenoviren hergestellt. Diese stammen vom
Menschen und können nach bisherigen Erfahrungen keine Erkrankung bei der Katze
hervorrufen. Die Viren wurden durch Labormethoden folgendermaßen verändert:
• durch Entfernen der Erbinformation, die das Virus für seine Vermehrung benötigt, können
sich diese Viren nicht mehr in normalen Körperzellen (z. B. den Zellen Ihrer Katze)
vermehren.
• durch gentechnische Behandlung wurden den Viren Gene für Interleukin-2 und Interferon
γ eingepflanzt, die von diesen Viren zu normalen Körperzellen transportiert, dort in der
Lage sind, die Produktion von Interleukin und Interferon anzuregen.
Interleukin-2 und Interferon γ sind Eiweißstoffe, welche die körpereigene Immunreaktion
anregen und normalerweise von Zellen des Immunsystems gebildet werden. Um die
Produktion von Interleukin-2 und Interferon γ im Körper Ihrer Katze zu erhöhen, wird ihr der
oben beschriebene Impfstoff unter die Haut gespritzt. So soll das Immunsystem der Katze
dazu angeregt werden, die Fibrosarkomzellen, die nach der operativen Entfernung des
sichtbaren Tumors noch zurückgeblieben sind, zu bekämpfen.
Interleukin-2: In früheren Studien hat sich sowohl bei Hunden und Katzen als auch beim
Menschen gezeigt, daß Interleukin-2 bei einigen Patienten in der Lage ist, Größe oder Anzahl
von Tumoren zu verringern. Wurden dabei Nebenwirkungen beobachtet, so war dies meist
auf sehr hohe Dosen von Interleukin-2 im Gesamtorganismus zurückzuführen. Ihre Katze
wird nur örtlich (im Tumorgebiet) behandelt. (Auf Art und Schweregrad der Nebenwirkungen
wird in einem gesonderten Abschnitt dieses Informationsblattes noch eingegangen.) In der
hier beschriebenen klinischen Studie werden wesentlich kleinere Mengen Interleukin-2
verwendet, um das Immunsystem Ihrer Katze so anzuregen, daß es in die Lage versetzt
werden soll, die Tumorrestzellen zu zerstören.
Interferon γ: Bei der Verabreichung von Interferon γ als Arzneimittel wurden wesentlich
geringere Nebenwirkungen beobachtet.
Praktische Durchführung der Studie am Patienten
Operationen: Bevor die Impfung mit dem neuartigen Gentherapeutikum erfolgt, wird der
Tumor Ihrer Katze in der Chirurgischen Tierklinik durch eine Operation in Vollnarkose
entfernt. So erhält also jede Katze zunächst die bislang optimale Therapie und dann
gegebenenfalls das zu prüfende Medikament.
Anhang
118
Impfungen: Der Impfstoff wird Ihrer Katze im Gebiet, in dem der Tumor entfernt wurde,
unter die Haut gespritzt. Insgesamt sind fünf Impfungen an sieben Tagen vorgesehen,
weshalb die Katze auch für etwas länger als eine Woche in der Medizinischen Tierklinik
bleiben muß.
Kontrolltiere: Ein Drittel der Tiere werden nach einem mathematischen Schlüssel der sog.
Placebogruppe zugeordnet.
Blutuntersuchungen: Vor und während der Impfungen wird eine vollständige
Blutuntersuchung gemacht. Auch bei den Nachkontrollterminen werden
Blutuntersuchungen durchgeführt, um nachzuweisen, inwieweit das Imunsystem Ihrer
Katze durch die Zusatztherapie aktiviert wurde.
Röntgendiagnostik: Vor der Therapie sollen Röntgenaufnahmen der Lunge zeigen, ob schon
Tochtergeschwülste vorliegen. Einige Monate nach der Therapie werden die Lungen
nocheinmal röntgenologisch auf Tochtergeschwülste untersucht.
Ärztliche Überwachung: In der Zeit der Studie wird der Gesundheitszustand Ihrer Katze
intensiv von Ihrem behandelnden Tierarzt bzw. von den Tierärzten der Medizinischen
Tierklinik überwacht werden. Dazu ist es erforderlich, daß Sie mit Ihrer Katze
• Zwei, vier, acht Wochen nach der Operation
• und danach jeden dritten Monat zur tierärztlichen Nachkontrolle kommen (bis zum
Ende des ersten Jahres).
Mit dieser engmaschigen Kontrolle soll der Operationserfolg, die Auswirkung der
zusätzlichen Gentherapie und die mögliche erneute Bildung von Tochtergeschwülsten bei
Ihrer Katze frühzeitig festgestellt werden.
Abbruch der Studie: Sollten sich erhebliche Nebenwirkungen zeigen, so wird die klinische
Studie abgebrochen. Die Studie wird ebenfalls beendet, wenn bei Ihrer Katze neue
Tumoren nachgewiesen werden.
Da es sich um ein neuartiges Behandlungsverfahren handelt, sollen mit der Studie Antworten
zu folgenden Punkten gefunden werden:
Wirksamkeit: Wie wirksam wird mit der Behandlung das Fibrosarkom Ihrer Katze
eingedämmt werden können – d. h. wird es gelingen, das Wiederauftreten des Tumors nach
der chirurgischen Entfernung zu verhindern oder zumindest die Zeitspanne bis zum
Wiederauftreten des Tumors zu verlängern.
Dosierung: Welches ist die für die Impfungen benötigte optimale Dosis des Impfstoffs?
Verträglichkeit: Welche Art und welchen Schweregrad weisen die eventuell auftretenden
Nebenwirkungen der Behandlung auf?
Nebenwirkungen
Lokale Reaktionen: In früheren klinischen Studien, in denen ebenfalls lokal Interleukin-2
verabreicht wurde, traten als Nebenwirkungen Hautrötungen und Schwellungen am Ort der
Injektion auf.
Reaktionen des Gesamtorganismus: Bei Gabe von sehr hohen Interleukin-2 über einen
venösen Zugang kam es sowohl beim Menschen als auch bei Tieren zu ernsthaften
Komplikationen (wie Fieber, Erbrechen, Bluthochdruck und Schock). Ihrer Katze wird
Interleukin-2 aber nur örtlich unter die Haut und nicht direkt in die Vene gespritzt. Heute
weiß man jedoch, daß solche Nebenwirkungen nur von Konzentrationen hervorgerufen
werden, die um das 100- bis 1000fache über der Dosis liegen, die für eine
Immunstimulation durch das Interleukin-2 benötigt wird.
Anhang
119
Allergische Reaktionen: Es zeigten sich bisher – bei Verabreichung der selben Viruslösung,
die auch in dieser klinischen Studie verwendet wird, bei Hunden, Versuchstieren und bei
Menschen - keine allergischen Reaktionen nach der Impfung.
Virale Infekte: Das Virus, welches in der Studie verwendet wird, ist ein sogenanntes
„Adenovirus“. Es ist gentechnisch so verändert, daß es nicht fähig ist, sich zu vermehren.
Vermehrungsfähige, natürlich beim Menschen vorkommende Adenoviren können
Entzündungen der Atemorgane und des Darmes hervorrufen.
Weitere wichtige Hinweise
Autopsie: Während der Zeit, in der Ihre Katze an der klinischen Studie teilnimmt, werden Sie
über alle neuen Erkenntnisse informiert werden, welche Ihre Bereitschaft zur weiteren
Teilnahme beeinflussen könnten. Im Falle des Ablebens Ihrer Katze, ob durch Unfall oder
durch eine Krankheit, auch dann, wenn diese nicht mit der Studie im Zusammenhang steht,
werden Sie um die Zustimmung zu einer Autopsie ersucht werden. Sie sollten sich
diesbezügliche Gedanken machen.
Kosten für die Impfungen, die ärztlichen Verlaufsuntersuchungen, die Aufenthalte in der
Universitäts-Tierklinik und die oben angesprochenen Blut- und Röntgenuntersuchungen
werden Ihnen nicht in Rechnung gestellt.
Vorteile und Nutzen
Aufgrund unserer bisherigen Forschungsergebnisse aus Zellkulturexperimenten und
Tierversuchen mit Mäusen erwarten wir, daß die in dieser Forschungsstudie angewandte
Behandlung von besonderem Nutzen sein wird. Es gibt jedoch nur wenig Erfahrung mit dieser
neuen Technik zur Behandlung von Krebspatienten.
Vertraulichkeit
Die Forschungs- und Klinikberichte Ihrer Katze sind vertraulich. Weder der Name Ihrer Katze
noch Ihr Name noch andere persönliche Informationen, die Ihre Identifizierung erlauben
würden, dürfen in Berichten oder Veröffentlichungen über diese Studie verwendet werden.
Recht auf Ablehnung der Teilnahme und Rücktritt von der Studie
Die Entscheidung zur Teilnahme oder Nichtteilnahme an der Studie liegt alleine bei Ihnen.
Um diese Entscheidung zu treffen, muß Ihnen die Studie vom Tierarzt erklärt werden und Sie
müssen das, was Sie über die Studie oder andere mögliche Therapieformen erfahren haben,
verstehen. Wenn Sie sich entscheiden, nicht an der Studie teilzunehmen, steht Ihnen die
Standardtherapie vorurteilsfrei zur Verfügung. Wenn Sie an der Studie teilnehmen, haben Sie
jederzeit das Recht, von der Studie zurückzutreten. Sollten Sie zurücktreten, so werden Ihnen
entsprechend dem medizinischen Befinden Ihrer Katze andere verfügbare Heilverfahren
angeboten.
Anhang
9.3
120
Einwilligungserklärung
I. Medizinische Tierklinik und
Chirurgische Tierklinik
der Ludwig-Maximilians-Universität
Veterinärstr. 13, 80539 München
Institut für Experimentelle Onkologie
der Technischen Universität
Ismaninger Str. 22
81675 München
Einverständnisserklärung des Patientenbesitzers nach vorheriger Aufklärung
zur Teilnahme an einer klinischen Forschungsstudie
Interleukin- und Interferon-Gentherapie als Zusatztherapeutikum in der
veterinärmedizinischen Onkologie
Ich erkläre mich damit einverstanden, daß meine Katze in die oben aufgeführte klinische
Studie der Medizinischen Tierklinik der LMU München und des Institutes für Experimentelle
Onkologie der TU München aufgenommen wird. Ich bin mir darüber im klaren, daß meine
Katze an einem randomisierten Blindversuch teilnimmt. Die Behandlungsmaßnahme, der
mein Tier unterzogen wird, besteht aus der allgemein anerkannten Therapiemethode
(operative Entfernung des Tumors). Im Anschluß an diese Primärbehandlung erhält meine
Katze die Behandlung mit gentechnisch veränderten Adenoviren oder Placebo. Die
Gentherapie wird während der Studie als Zusatztherapie eingesetzt, um die Metastasenbildung
und die Neubildung des Tumors zu hemmen.
Ich wurde sowohl über die potentiellen Risiken, als auch über die Vorteile der Behandlung
aufgeklärt, habe sie verstanden und erkläre mich – unter Wahrung meiner Interessen –
einverstanden mit der Behandlung. Ich erkläre mich damit einverstanden mein Tier den
Erfordernissen entsprechend zu Folgeuntersuchungen vorzustellen.
....................................
Ort, Datum
.................................................................
Unterschrift des Patientenbesitzers
.................................................................
Name des Patientenbesitzer (Druckschrift)
....................................
Ort, Datum
.................................................................
Unterschrift des Arztes
.................................................................
Name des Arztes (Druckschrift)
121
Anhang
9.4
Erhebungsbogen klinischer Aufenthalt d0 - d8 (verwendete
Abkürzungen siehe Abkürzungsverzeichnis)
Name des überweisenden Praktikers:
Adresse des überweisenden Praktikers:
Tel.Nr. des überweisenden Praktikers:
Vorbericht des überweisenden Praktikers bzw. des Besitzers:
Untersuchung Tag 0 (Dienstag)
Datum: _________
Klinische Untersuchung Tag 0
Allgemeinbefinden:
Verhalten:
Atmung
Puls:
Kreislauf:
Körperöffnungen:
Gewicht:
Temperatur:
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
AF:___________________________Ausk/Adsp:
HF:
SH:___________________________KFZ:
______________________________Abd:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Röntgen:
Zytologie:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
spezielle Untersuchung Tag 0
Tumorlokalisation (Körperregion): ____________________________________________________
Tumorgröße: _____________________________________________________________________
Tumorbeschaffenheit: ______________________________________________________________
Rezidiv:
ja
nein
Wenn ja:
Wer hat operiert?_________________________________
Wann operiert? __________________________________
Befund histol. gesichert?___________________________
122
Anhang
Einschlußkriterien in die Studie
Ist der Besitzer einverstanden (Chirurgie, klin. Studie, Nachuntersuchungen)?
Hat die Katze von der Tumorerkrankung abgesehen eine Lebenserwartung von
mehr als einem Jahr?
Ist der Tumor von der klinischen Untersuchung ausgehend beurteilt in einer
Sitzung operabel?
Ausschlußkriterien aus der Studie
Hat die Katze in der Vergangenheit eine Strahlen-, Chemo- oder
Gentherapie erhalten?
Wurde die Katze in den letzen 8 Wochen mit das Immunsystem
beeinflussenden Stoffen (z. B. Kortikosteroiden) behandelt?
Gibt es Hinweise auf das Vorliegen von Metastasen des Fibrosarkoms?
Gibt es Hinweise auf einen anderen malignen Tumor zur Zeit oder in
der Anamnese?
Ist die Katze trächtig?
ja
nein
ja
nein
ja
nein
ja
nein
ja
ja
nein
nein
ja
ja
nein
nein
Blutabnahme zum Versand Tag 0 (präoperativ)
Wer hat abgenommen?
__________________________________________________________
Wann?
__________________________________________________________
Kühlschrank wann?
__________________________________________________________
Anhang
Name: ______________________
Blutuntersuchung Tag 0 (Blutbild; Gesamtprotein, Harnstoff, Kreatinin, Glukose, ALT,
AST)
123
Anhang
124
Name: ______________________
Klinische Untersuchung Tag 1 (präoperativ) (Mi) Datum: __________
Allgemeinbefinden:
Verhalten:
Atmung
Puls:
Kreislauf:
Körperöffnungen:
Temperatur:
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
AF:___________________________Ausk/Adsp::
HF:
SH:___________________________KFZ:
______________________________Abd:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Op-Bericht (Tumorentfernung)
Op-Zeit: ______________Operateur: ____________ Asistent: ______________________________
Op-Beschreibung:
__________________________________________________________
__________________________________________________________
Tumormaterial in die Patho: _________________________________________________________
Naht (wieviel, was)?:
__________________________________________________________
Narkoseprotokoll
Anästhesist:
Anästhetika:
Anästhesiezeit:
Besonderheiten:
Rückverlegung in MTK:
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
Klinische Untersuchung Tag 1 (postoperativ)
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Wunde:
_______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Anhang
125
Postoperative Versorgung: _________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Anhang
126
Name: ______________________
Klinische Untersuchung Tag 2 (Donnerstag)
Datum: _________________
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Futteraufnahme:
_______________________________________________________________
Harn- und Kotabsatz: ______________________________________________________________
Wunde:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Medikamente:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Blutuntersuchung Tag 2
(Blutbild; Gesamtprotein, Harnstoff, Kreatinin, Glukose, ALT, AST)
127
Anhang
Name: ______________________
Klinische Untersuchung Tag 3 (Freitag)
Datum: _________________
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Futteraufnahme:
_______________________________________________________________
Harn- und Kotabsatz: ______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Klinische Untersuchung Tag 4 (Samstag)
Datum: _________________
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Futteraufnahme:
_______________________________________________________________
Harn- und Kotabsatz: ______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Anhang
128
Name: ______________________
Klinische Untersuchung Tag 5 (Sonntag)
Datum: _________________
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Futteraufnahme:
_______________________________________________________________
Harn- und Kotabsatz: ______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Klinische Untersuchung Tag 6 (Montag)
Datum: _________________
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Futteraufnahme:
_______________________________________________________________
Harn- und Kotabsatz: ______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
129
Anhang
Name: ______________________
Klinische Untersuchung Tag 7 (Dienstag)
Datum: _________________
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Futteraufnahme:
_______________________________________________________________
Harn- und Kotabsatz: ______________________________________________________________
Fotodokumentation: _______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Blutabnahme zum Versand Tag 7
Wer hat abgenommen?
__________________________________________________________
Wann?
__________________________________________________________
Kühlschrank wann?
__________________________________________________________
Versendung
__________________________________________________________
Blutuntersuchung Tag 7 (Blutbild; Gesamtprotein, Harnstoff, Kreatinin, Glukose, ALT,
AST)
Anhang
130
Name: ______________________
Klinische Untersuchung Tag 8 (Mittwoch)
Datum: _________________
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Futteraufnahme:
_______________________________________________________________
Harn- und Kotabsatz: ______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Entlassung:
Uhrzeit: _______________________Wer?:
Abschlußbericht an den überweisenden Praktiker
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Termine zur Nachuntersuchung:
Tag 14:
Monat 1
Monat 2
Monat 3
Monat 6
Monat 9
Monat 12
__________________
__________________
__________________
__________________
__________________
__________________
__________________
131
Anhang
9.5
Erhebungsbogen klinischer Aufenthalt d14 - d360
Nachuntersuchungsbogen Fibrosarkom-Gentherapie Katze Tag 14
Name: ______________________
Vorbericht (Tag 8 – Tag 14) des betreuenden Praktikers bzw. des Besitzers:
Untersuchung Tag 14
Datum:_______________
Klinische Untersuchung Tag 14
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
Blutuntersuchung Tag 14 (Blutbild; Gesamtprotein, Harnstoff, Kreatinin, Glukose, ALT,
AST)
Plasma eingefroren?
nein
ja
Blutabnahme zum Versand Tag 14
Wer hat wann abgenommen? ________________________________________________________
Kühlschrank wann?
__________________________________________________________
Versendung
__________________________________________________________
Anhang
132
spezielle Untersuchung Tag 14
Wundgebiet (Klinische Untersuchung + Foto) ___________________________________________
________________________________________________________________________________
_______________________________________________________________________________
Rezidiv:
nein
ja
Wenn ja: Wann aufgetreten?______________________________________________
Befund histol. gesichert? _________________________________________
Weiteres Vorgehen? ____________________________________________
_____________________________________________________________
Wenn nein: Nächster Nachuntersuchungstermin? _______________________________
_____________________________________________________________
Weitere Maßnahmen? ___________________________________________
_____________________________________________________________
Unterschriften
Untersuchender Tierarzt:
Projektleiter:
__________________________________________________________
__________________________________________________________
133
Anhang
Nachuntersuchungsbogen Fibrosarkom-Gentherapie Katze Tag 30
Name: ______________________
Vorbericht (Tag 14 – Tag 30) des betreuenden Praktikers bzw. des Besitzers:
Untersuchung Tag 30
Datum:_______________
Klinische Untersuchung Tag 30
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Blutuntersuchung Tag 30 (Blutbild; Gesamtprotein, Harnstoff, Kreatinin, Glukose, ALT,
AST)
Plasma eingefroren?
nein
ja
spezielle Untersuchung Tag 30
Wundgebiet (Klinische Untersuchung + Foto) ___________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Anhang
Rezidiv:
134
nein
Wenn ja:
ja
Wann aufgetreten?______________________________________________
Befund histol. gesichert? _________________________________________
Weiteres Vorgehen? ____________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
Wenn nein: Nächster Nachuntersuchungstermin? _______________________________
_____________________________________________________________
Weitere Maßnahmen? ___________________________________________
_____________________________________________________________
Unterschriften
Untersuchender Tierarzt:
Projektleiter:
__________________________________________________________
__________________________________________________________
135
Anhang
Nachuntersuchungsbogen Fibrosarkom-Gentherapie Katze Tag 60
Name: ______________________
Vorbericht (Tag 30 – Tag 60) des beteuenden Praktikers bzw. des Besitzers:
Untersuchung Tag 60
Datum:_______________
Klinische Untersuchung Tag 60
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Blutuntersuchung Tag 60 (Blutbild; Gesamtprotein, Harnstoff, Kreatinin, Glukose, ALT,
AST)
Plasma eingefroren?
nein
ja
spezielle Untersuchung Tag 60
Wundgebiet (Klinische Untersuchung) _________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Anhang
Rezidiv:
nein
Wenn ja:
136
ja
Wann aufgetreten?______________________________________________
Befund histol. gesichert? _________________________________________
Weiteres Vorgehen? ____________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
Wenn nein, nächster Nachuntersuchungstermin? ______________________
_____________________________________________________________
Weitere Maßnahmen? ___________________________________________
_____________________________________________________________
Unterschriften
Untersuchender Tierarzt:
Projektleiter:
__________________________________________________________
__________________________________________________________
137
Anhang
Nachuntersuchungsbogen Fibrosarkom-Gentherapie Katze Monat 3
Name: ______________________
Vorbericht (Monat 2 – Monat 3) des betreuenden Praktikers bzw. des Besitzers:
Untersuchung Monat 3
Datum:_______________
Klinische Untersuchung Monat 3
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Blutuntersuchung Monat 3 (Blutbild; Gesamtprotein, Harnstoff, Kreatinin, Glukose, ALT,
AST)
Plasma eingefroren? nein
ja
spezielle Untersuchung Monat 3
Wundgebiet (Klinische Untersuchung): _______________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Röntgen (Lunge in zwei Ebenen)_____________________________________________________
Befund: _________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Anhang
138
Ultraschall (Abdomen)_____________________________________________________________
Befund: _________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Rezidiv:
nein
ja
Wenn ja: Wann aufgetreten?______________________________________________
Befund histol. gesichert? _________________________________________
Weiteres Vorgehen? ____________________________________________
Wenn nein: Nächster Nachuntersuchungstermin? _______________________________
Weitere Maßnahmen? ___________________________________________
Unterschriften
Untersuchender Tierarzt:
Projektleiter:
__________________________________________________________
__________________________________________________________
139
Anhang
Nachuntersuchungsbogen Fibrosarkom-Gentherapie Katze Monat 6
Name: ______________________
Vorbericht (Monat 3 – Monat 6) des betreuenden Praktikers bzw. des Besitzers:
Untersuchung Monat 6
Datum:_______________
Klinische Untersuchung Monat 6
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Blutuntersuchung Monat 6 (Blutbild; Gesamtprotein, Harnstoff, Kreatinin, Glukose, ALT,
AST)
Plasma eingefroren?
nein
ja
spezielle Untersuchung Monat 6
Wundgebiet (Klinische Untersuchung): _______________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Röntgen (Lunge in zwei Ebenen)_____________________________________________________
Befund: _________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Ultraschall (Abdomen)_____________________________________________________________
Befund: _________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Anhang
Rezidiv:
140
nein
Wenn ja:
ja
Wann aufgetreten?______________________________________________
Befund histol. gesichert? _________________________________________
Weiteres Vorgehen? ____________________________________________
Wenn nein: Nächster Nachuntersuchungstermin? _______________________________
Weitere Maßnahmen? ___________________________________________
Unterschriften
Untersuchender Tierarzt:
Projektleiter:
__________________________________________________________
__________________________________________________________
141
Anhang
Nachuntersuchungsbogen Fibrosarkom-Gentherapie Katze Monat 9
Name: ______________________
Vorbericht (Monat 6 – Monat 9) des betreuenden Praktikers bzw. des Besitzers:
Untersuchung Monat 9
Datum:_______________
Klinische Untersuchung Monat 9
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Blutuntersuchung Monat 9 (Blutbild; Gesamtprotein, Harnstoff, Kreatinin, Glukose, ALT,
AST)
Plasma eingefroren?
nein
ja
spezielle Untersuchung Monat 9
Wundgebiet (Klinische Untersuchung): _______________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Röntgen (Lunge in zwei Ebenen)_____________________________________________________
Befund: _________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Ultraschall (Abdomen)_____________________________________________________________
Befund: _________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Anhang
Rezidiv:
142
nein
Wenn ja:
ja
Wann aufgetreten?______________________________________________
Befund histol. gesichert? _________________________________________
Weiteres Vorgehen? ____________________________________________
Wenn nein: Nächster Nachuntersuchungstermin? _______________________________
Weitere Maßnahmen? ___________________________________________
Unterschriften
Untersuchender Tierarzt:
Projektleiter:
__________________________________________________________
__________________________________________________________
143
Anhang
Nachuntersuchungsbogen Fibrosarkom-Gentherapie Katze Monat 12
Name: ______________________
Vorbericht (Monat 9 – Monat 12) des betreuenden Praktikers bzw. des Besitzers:
Untersuchung Monat 12
Datum:_______________
Klinische Untersuchung Monat 12
Allgemeinbefinden: _______________________________________________________________
Verhalten:
_______________________________________________________________
Atmung
AF:___________________________Ausk/Adsp:
Puls:
HF:
Kreislauf:
SH:___________________________KFZ:
Körperöffnungen: ______________________________Abd:
Gewicht:
_______________________________________________________________
Temperatur:
_______________________________________________________________
Sonstiges:
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
Blutuntersuchung Monat 12 (Blutbild; Gesamtprotein, Harnstoff, Kreatinin, Glukose, ALT,
AST)
Plasma eingefroren?
nein
ja
spezielle Untersuchung Monat 12
Wundgebiet (Klinische Untersuchung): _______________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Röntgen (Lunge in zwei Ebenen)_____________________________________________________
Befund: _________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Ultraschall (Abdomen)_____________________________________________________________
Befund: _________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
Anhang
Rezidiv:
144
nein
Wenn ja:
ja
Wann aufgetreten?______________________________________________
Befund histol. gesichert? _________________________________________
Weiteres Vorgehen? ____________________________________________
Wenn nein: Nächster Nachuntersuchungstermin? _______________________________
Weitere Maßnahmen? ___________________________________________
Unterschriften
Untersuchender Tierarzt:
Projektleiter:
__________________________________________________________
Danksagung
10
145
Danksagung
Mein Dank gilt:
Herrn Prof. Dr. J. Hirschberger für die Überlassung des interresanten Themas und für die
jederzeit
gewährte
wissenschaftliche
und
freundschaftliche
Unterstützung
bei
der
vorliegenden Arbeit.
Herrn Prof. Dr. W. Kraft für die Möglichkeit, die vorliegende Arbeit an der Medizinischen
Tierklinik durchführen zu können.
Im Institut für Experimentelle Onkologie, Herrn Prof. Dr. B. Gänsbacher, Herrn Dr. Prof. W.
Erhardt und Frau Dr. J. Henke für die wissenschaftliche und freundliche Unterstützung. Mein
besonderer Dank gilt Herrn Dr. T. Brill, der mir jederzeit bereitwillig mit freundlicher
Beratung und wertvoller Hilfestellung zur Seite stand.
In der Chirurgischen Tierklinik, hier besonders Dank an das Operationsteam und an Herrn
Prof. Dr. R. Köstlin, der die notwendigen Operationen an den Katzen durchgeführt hat und
jederzeit freundliche Beratung leistete. Auch Dank an Arvid Stelter der die Anästhesie bei den
Katzen durchführte.
Herrn Dr. H. Homann, Firma Transgène, Straßburg, für die Bestimmung der Plasma-IL-2Konzentration.
Allen Angehörigen der I. Medizinischen Tierklinik für die kollegiale Atmosphäre, hier
besonderen Dank an das Pflegerteam und an Jenny Ludwig für die tatkräftige Mithilfe bei der
Versorgung der Katzen.
Den praktischen Tierärzten für ihre kollegiale Mithilfe und die Überweisung der Katzen.
Meinen zwei Nervensägen Alesi und Cleo für ihre angenehme Gesellschaft während den
langen Stunden vor dem Computer.
Zuletzt möchte ich mich recht herzlich bei meinen Eltern und Brüdern bedanken. Sie standen
immer hinter meiner beruflichen Entscheidung und haben mich immer tatkräftig unterstützt.
Lebenslauf
11
Lebenslauf
Name:
Susanne Wieland
Geburtsdatum:
28.09.1970
Geburtsort:
Heilbronn
Staatsangehörigkeit:
deutsch
Eltern:
Willi Wieland
Ursula Wieland, geb. Karr
Schulabschluß:
Gustav von Schmoller Gymnasium, Heilbronn 1991
Berufsausbildung:
1991-1993 Ausbildung zur Tierarzthelferin
Studium:
1993-1999 Studium der Tiermedizin an der LudwigMaximilans-Universität München
Mai 1999 bis Juli 2001 Doktorandin in der
I. Medizinischen Tierklinik der Ludwig-MaximiliansUniversität München
Berufsausübung:
seit August 2001 Teilhaberin in der Kleintierklinik
Dr. Maier/ Dr. Lutter/ Wieland in Heilbronn
146