einfluss von akarizida auf den zeckenbefall und die immunreaktion
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Aus dem Department für Pathobiologie der Veterinärmedizinischen Universität Wien (Departmentsprecher: Univ. Prof. Dr. rer. nat. Armin Saalmüller) Institut für Parasitologie (Leiterin: Univ. Prof. Dr. med. vet. Anja Joachim) und dem Department für Kleintiere und Pferde der Veterinärmedizinischen Universität Wien (Departmentsprecher: o. Univ. Prof. Dr. med. vet. Johann Thalhammer) Klinik für Kleintiere (Leiter: o. Univ. Prof. Dr. med. vet. Johann Thalhammer) EINFLUSS VON AKARIZIDA AUF DEN ZECKENBEFALL UND DIE IMMUNREAKTION BEI HUNDEN NACH NATÜRLICHER INFEKTION MIT ANAPLASMA PHAGOCYTOPHILUM, BABESIA CANIS CANIS, BORRELIA BURGDORFERI SENSU LATO UND DEM FSME-VIRUS INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung der Würde eines DOCTOR MEDICINAE VETERINARIAE der Veterinärmedizinischen Universität Wien vorgelegt von Mag. med. vet. Andrea Feiler Wien, im April 2011 Betreuer: Univ. Prof. Dr. med. vet. Anja Joachim Dr. med. vet. Michael Leschnik Begutachter: o. Univ. Prof. Dr. med. vet. Johann Thalhammer INHALTSVERZEICHNIS 1. EINLEITUNG ............................................................................................................... 1 1.1. FRAGESTELLUNG .............................................................................................. 1 1.2. LITERATURÜBERSICHT .................................................................................... 2 1.2.1. ZECKEN....................................................................................................... 2 1.2.1.1. TAXONOMIE ........................................................................................ 2 1.2.1.2. MORPHOLOGIE ................................................................................... 3 1.2.1.3. LEBENSZYKLUS .................................................................................. 5 1.2.1.4. LEBENSRAUM UND WIRTSSPEKTRUM ............................................. 6 1.2.1.5. VERBREITUNG .................................................................................... 7 1.2.1.6. VEKTORFUNKTION ............................................................................. 8 1.2.1.7. PROPHYLAXE...................................................................................... 9 1.2.2. CANINE GRANULOZYTÄRE ANAPLASMOSE (CGA) ............................... 10 1.2.2.1. ERREGER .......................................................................................... 10 1.2.2.2. ÜBERTRAGUNG ................................................................................ 11 1.2.2.3. PATHOGENESE ................................................................................. 12 1.2.2.4. KLINISCHE SYMPTOME .................................................................... 12 1.2.2.5. DIAGNOSE ......................................................................................... 13 1.2.2.6. SEROPRÄVALENZ............................................................................. 14 1.2.3. CANINE BABESIOSE ................................................................................ 15 1.2.3.1. ERREGER .......................................................................................... 15 1.2.3.2. ÜBERTRAGUNG ................................................................................ 16 1.2.3.3. PATHOGENESE ................................................................................. 17 1.2.3.4. KLINISCHE SYMPTOME .................................................................... 18 1.2.3.5. DIAGNOSE ......................................................................................... 18 1.2.3.6. SEROPRÄVALENZ............................................................................. 19 1.2.4. CANINE BORRELIOSE .............................................................................. 19 1.2.4.1. ERREGER .......................................................................................... 19 1.2.4.2. ÜBERTRAGUNG ................................................................................ 20 1.2.4.3. PATHOGENESE ................................................................................. 21 1.2.4.4. KLINISCHE SYMPTOME .................................................................... 22 1.2.4.5. DIAGNOSE ......................................................................................... 22 1.2.4.6. SEROPRÄVALENZ............................................................................. 23 1.2.5. FRÜHSOMMER-MENINGO-ENCEPHALITIS (FSME) ............................... 24 1.2.5.1. ERREGER .......................................................................................... 24 1.2.5.2. ÜBERTRAGUNG ................................................................................ 25 1.2.5.3. PATHOGENESE ................................................................................. 25 1.2.5.4. KLINISCHE SYMPTOME .................................................................... 26 1.2.5.5. DIAGNOSE ......................................................................................... 26 1.2.5.6. SEROPRÄVALENZ............................................................................. 27 2. MATERIAL UND METHODEN................................................................................... 28 2.1. UNTERSUCHUNGSZEITRAUM ........................................................................ 28 2.2. ZUSAMMENSTELLEN DER UNTERSUCHUNGSGRUPPE .............................. 28 2.2.1. EINSCHLUSSKRITERIEN.......................................................................... 31 2.2.2. AUSSCHLUSSKRITERIEN ........................................................................ 31 2.3. MATERIAL ......................................................................................................... 32 2.3.1. GRUPPENEINTEILUNG ............................................................................ 32 2.3.2. NATIONALE ............................................................................................... 33 2.3.2.1. RASSE................................................................................................ 33 2.3.2.2. GESCHLECHT ................................................................................... 35 2.3.2.3. ALTER ................................................................................................ 35 2.3.2.4. KÖRPERHÖHE .................................................................................. 36 2.3.2.5. HAARLÄNGE ...................................................................................... 36 2.3.3. ZECKEN..................................................................................................... 37 2.4. METHODEN ...................................................................................................... 38 2.4.1. BLUTABNAHMEN ...................................................................................... 38 2.4.2. BLUTUNTERSUCHUNGEN ....................................................................... 38 2.4.2.1. SEROLOGIE A. PHAGOCYTOPHILUM.............................................. 39 2.4.2.2. SEROLOGIE B. CANIS ....................................................................... 39 2.4.2.3. SEROLOGIE B. BURGDORFERI S. L. ............................................... 40 2.4.2.4. SEROLOGIE FSMEV.......................................................................... 42 2.4.2.5. DNA-EXTRAKTION ............................................................................ 42 2.4.2.6. PCR .................................................................................................... 43 2.4.2.7. ELEKTROPHORESE .......................................................................... 44 2.4.3. STATISTISCHE AUSWERTUNG ............................................................... 45 3. ERGEBNISSE ........................................................................................................... 46 3.1. ZECKENBEFALL ............................................................................................... 46 3.1.1. ZEITPUNKT ............................................................................................... 47 3.1.2. HUNDE ...................................................................................................... 53 3.1.2.1. BEFALLSGRAD .................................................................................. 55 3.1.2.2. KÖRPERHÖHE .................................................................................. 56 3.1.2.3. HAARLÄNGE ...................................................................................... 56 3.1.2.4. VERWENDUNGSZWECK................................................................... 57 3.1.3. STICHSTELLE ........................................................................................... 59 3.1.3.1. FELLFARBE ....................................................................................... 60 3.2. PROPHYLAXE................................................................................................... 63 3.2.1. KONTROLLGRUPPE ................................................................................. 63 3.2.2. AKARIZIDBEHANDELTE GRUPPEN ......................................................... 64 3.2.2.1. ANZAHL DER ANWENDUNGEN ........................................................ 64 3.2.2.2. GRUPPE B ......................................................................................... 65 3.2.2.3. GRUPPE C ......................................................................................... 67 3.2.2.4. SCHUTZZEITEN ................................................................................. 71 3.3. SEROLOGIE A. PHAGOCYTOPHILUM............................................................. 72 3.3.1. SEROPRÄVALENZ .................................................................................... 72 3.3.2. INFEKTIONEN ........................................................................................... 73 3.3.3. VERWENDUNGSZWECK .......................................................................... 75 3.4. SEROLOGIE B. CANIS...................................................................................... 76 3.4.1. SEROPRÄVALENZ .................................................................................... 76 3.4.2. INFEKTIONEN ........................................................................................... 76 3.4.3. VERWENDUNGSZWECK .......................................................................... 78 3.5. SEROLOGIE B. BURGDORFERI S. L. .............................................................. 78 3.5.1. SEROPRÄVALENZ .................................................................................... 78 3.5.2. INFEKTIONEN ........................................................................................... 80 3.5.3. VERWENDUNGSZWECK .......................................................................... 81 3.6. SEROLOGIE FSMEV......................................................................................... 82 3.6.1. SEROPRÄVALENZ .................................................................................... 82 3.6.2. INFEKTIONEN ........................................................................................... 82 3.6.3. VERWENDUNGSZWECK .......................................................................... 83 3.7. PCR ................................................................................................................... 84 3.8. INFEKTIONEN ................................................................................................... 85 3.8.1. ZECKENBEFALL........................................................................................ 86 3.8.1.1. FRÜHJAHR ........................................................................................ 86 3.8.1.2. HERBST ............................................................................................. 87 3.8.2. GRUPPEN.................................................................................................. 88 3.8.3. VERWENDUNGSZWECK .......................................................................... 90 4. DISKUSSION ............................................................................................................ 92 4.1. ZECKENBEFALL ............................................................................................... 93 4.1.1. ZEITPUNKT ............................................................................................... 95 4.1.2. BEFALLSGRAD ......................................................................................... 96 4.1.3. KÖRPERHÖHE .......................................................................................... 97 4.1.4. HAARLÄNGE ............................................................................................. 97 4.1.5. VERWENDUNGSZWECK .......................................................................... 98 4.1.6. STICHSTELLE ........................................................................................... 99 4.2. ZECKENPROPHYLAXE .................................................................................. 100 4.2.1. BEFALL .................................................................................................... 100 4.2.2. ANWENDUNGEN..................................................................................... 101 4.2.3. SCHUTZZEITEN ...................................................................................... 102 4.3. A. PHAGOCYTOPHILUM ................................................................................ 104 4.3.1. SEROPRÄVALENZ. ................................................................................. 104 4.3.2. INFEKTIONEN ......................................................................................... 106 4.3.3. VERWENDUNGSZWECK ........................................................................ 107 4.4. B. CANIS ......................................................................................................... 108 4.4.1. SEROPRÄVALENZ .................................................................................. 108 4.4.2. INFEKTIONEN ......................................................................................... 109 4.4.3. VERWENDUNGSZWECK ........................................................................ 110 4.5. B. BURGDORFERI S. L. .................................................................................. 110 4.5.1. SEROPRÄVALENZ .................................................................................. 110 4.5.2. INFEKTIONEN ......................................................................................... 111 4.5.3. VERWENDUNGSZWECK ........................................................................ 112 4.6. FSMEV ............................................................................................................ 112 4.6.1. SEROPRÄVALENZ .................................................................................. 112 4.6.2. INFEKTIONEN ......................................................................................... 113 4.6.3. VERWENDUNGSZWECK ........................................................................ 114 4.7. INFEKTIONEN ................................................................................................. 114 4.7.1. ZECKENBEFALL...................................................................................... 115 4.7.2. GRUPPEN................................................................................................ 116 4.7.3. VERWENDUNGSZWECK ........................................................................ 117 5. ZUSAMMENFASSUNG ........................................................................................... 118 6. EXTENDED SUMMARY .......................................................................................... 119 7. LITERATURVERZEICHNIS..................................................................................... 121 8. ANHANG ................................................................................................................. 140 ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS Abb. Ak Aug. BmpA bp dNTP cm Dez. DNA EDTA Fa. Feb. FSMEV g ggr. GmbH H20 hgr. IgG Inf. jagdl. kDa kg l m mgr. MgCl2 ml mM N neg. nm Nov. Nr. Okt. OspA OspC PBMC PCR pmol pos. Sept. Tab. TBE TMB U US w μl °C % Abbildung Antikörper August Borrelial membrane protein A Basenpaare Desoxyribonukleosidtriphosphat Zentimeter Dezember Deoxyribonucleic acid Ethylenediaminetetraacetic acid Firma Februar Frühsommer-Meningoencephalitis-Virus Gramm geringgradig Gesellschaft mit beschränkter Haftung Wasser hochgradig Immunglobulin G Infektion/infiziert jagdlich Kilodalton Kilogramm Liter männlich mittelgradig Magnesiumchlorid Milliliter Millimol Nymphe negativ Nanometer November Nummer Oktober Outer Surface Protein A Outer Surface Protein C Peripheral Blood Mononuclear Cell Polymerase Chain Reaction Picomol positiv September Tabelle Tris-Borat-EDTA Tetramethylbenzidin/Wasserstoffperoxidgemisch Unit Untersuchung weiblich Mikroliter Grad Celsius Prozent 1 1. EINLEITUNG Der Bezirk Neusiedl am See im Burgenland liegt im Osten Österreichs an der Grenze zu Ungarn und der Slowakei und ist ein bekanntes Zeckengebiet, mit hohem Risiko für Mensch und Tier. In diesem Gebiet traten in den letzten Jahren viele klinisch manifeste Babesioseinfektionen beim Hund auf. Die Gefahr humaner Infektionen mit Anaplasmen, beim Menschen bekannt als HGE (humane granulozytäre Ehrlichiose), Borrelien oder dem Frühsommer-Meningo-Encephalitis-Virus (FSME-Virus) sollte aufgrund der Zeckendichte in diesem Gebiet nicht unterschätzt werden. Durch die geographischen Gegebenheiten dieses Gebietes ergibt sich ein breites Spektrum zur Untersuchung der Wirksamkeit von Akarizida und einer Populationserhebung von Zecken. Im Rahmen dieser Dissertation sollte geklärt werden, inwieweit Zeckenbefall bei Hunden im untersuchten Gebiet auftritt und welche Zecken von befallenen Hunden abgesammelt werden können. Weiters sollten sowohl die Seroprävalenzen der durch Zecken übertragbaren Erreger Anaplasma phagocytophilum (A. phagocytophilum), Babesia canis (B. canis), Borrelia burgdorferi sensu lato (B. burgdorferi s. l.) und FSME-Virus in den untersuchten Hunden ermittelt werden, als auch im Untersuchungszeitraum stattgefundene Reaktionen des Immunsystems gegenüber einem oder mehreren der vier Krankheitserreger festgestellt werden. Die Wirksamkeit der Akarizida Permethrin (Exspot®) und Fipronil (Frontline®) sollte in dieser Feldstudie untersucht werden. 1.1. FRAGESTELLUNG Im Rahmen dieser Arbeit sollten folgende Fragen abgeklärt werden: 1. Wie hoch ist der Zeckenbefall bei Hunden, deren Besitzer auf jegliche Zeckenprophylaxe verzichten? 2. Kann bei mit Akarizida behandelten Hunden Zeckenbefall festgestellt werden? 3. Welche Zecken (Art, Geschlecht, Entwicklungsstadium) können von den Hunden abgesammelt werden? 4. Wie hoch sind die Seroprävalenzen von A. phagocytophilum, B. canis, B. burgdorferi s. l. und dem FSME-Virus in den Hunden? 5. Finden bei Hunden, die mit Akarizida behandelt worden sind und trotzdem Zeckenbefall aufweisen, positive Immunreaktionen nach Kontakt mit einem oder mehreren der vier untersuchten Erreger statt? 2 6. Können bei nicht behandelten Hunden nach Zeckenbefall positive Immunreaktionen festgestellt werden? 7. Können Unterschiede bezüglich Zeckenbefall, Seroprävalenzen oder Infektionsrisiko im Verwendungszweck der Hunde (jagdlich genutzte Hunde versus Begleithunde) festgestellt werden? 8. Wie viele Tiere erkranken klinisch und wie viele subklinisch? 9. Können die Erreger A. phagocytophilum oder B. canis mittels PCR im Blut der Hunde nachgewiesen werden? 10. Wie hoch ist die Wahrscheinlichkeit eines Hundes in diesem Endemiegebiet, sich innerhalb eines Jahres mit einem oder mehreren der vier Erreger auseinanderzusetzen? 1.2. LITERATURÜBERSICHT 1.2.1. ZECKEN 1.2.1.1. TAXONOMIE Zecken sind obligate, blutsaugende Ektoparasiten und gehören zur Ordnung der Metastigmata (Ixodida) der Klasse der Spinnentiere (Arachnida). Die Metastigmata werden in 3 Familien eingeteilt: die Schildzecken (Ixodidae), die Lederzecken (Argasidae) und die Nuttalliellidae. Die Familie der Schildzecken mit ca. 700 Arten ist weltweit verbreitet (LUCIUS u. LOOSFRANK, 2008). Hunde werden in Mitteleuropa häufig von Zecken der Gattungen Ixodes, Dermacentor und Haemaphysalis befallen. Die am häufigsten auf dem Hund vorkommende Zeckenart der Gattung Ixodes ist Ixodes ricinus (I. ricinus), weiters findet man noch Ixodes hexagonus (I. hexagonus) und Ixodes canisuga (I. canisuga). Zecken der Art Dermacentor reticulatus (D. reticulatus) sind der Gattung Dermacentor zuzuordnen, und als Vertreter der Gattung Haemaphysalis findet man auf Hunden die Art Haemaphysalis concinna (H. concinna) (KUTZER, 2000). 3 1.2.1.2. MORPHOLOGIE Schildzecken besitzen ein dorsales Schild (Scutum), das bei den Männchen den ganzen Rücken, bei den Weibchen, Nymphen und Larven aber nur den vorderen Teil des Rückens bedeckt. Bei vollgesogenen Weibchen ist es nur als kleiner dunkler Fleck hinter den Mundwerkzeugen zu erkennen. Die stechend-saugenden Mundwerkzeuge überragen cranial den Körper und bestehen aus den Pedipalpen, den Chelizeren und dem Hypostom, das ventral mit Widerhaken versehen ist (LUCIUS u. LOOS-FRANK, 2008). Die Speicheldrüsen münden in ein Darmsystem, das stark dehnungsfähig ist und ein Mehrfaches des Körpergewichts an Blut aufnehmen kann (MEHLHORN u. PIEKARSKI, 2002). Die Stigmen (Atemöffnungen) liegen hinter dem 4. Beinpaar und auf dem Tarsus I befindet sich das Haller´sche Organ mit Chemorezeptoren, die der Wirtsfindung dienen. Larven sind sechsbeinig, während Nymphen und adulte Stadien 8 Beine besitzen. Weibchen besitzen unter dem Dorsalrand ihres Schildes das paarige Gené´sche Organ. Es sorgt dafür, dass die Eier vor der Ablage von einem wachsartigen Sekret überzogen werden, um Wasserverlust und Pilzbefall zu verhindern (LUCIUS u. LOOS-FRANK, 2008). Larven besitzen keine Stigmen, eine Genitalöffnung fehlt sowohl den Larven als auch den Nymphen (WALL u. SHEARER, 2001). Ixodes ricinus Zecken der Gattung Ixodes besitzen keine Augen, ihre Analfurche verläuft vor dem Anus (prostriate Zecken) und ihre Palpen sind lang (KUTZER, 2000; WALL u. SHEARER, 2001). I. ricinus, „gemeiner Holzbock“ genannt, ist die häufigste Zeckenart in Österreich (STANEK, 2009). Die Männchen sind schwarzbraun und haben eine Körperlänge von 2,5 mm, nüchterne Weibchen sind kastanienbraun und 3,5 mm lang. Im vollgesogenen Zustand färben sich die Weibchen stahlgrau und können eine Körperlänge bis zu 12 mm erreichen (LIEBISCH u. LIEBISCH, 2003a). Die Coxae des ersten Beinpaares tragen einen Dorn, der die Coxae des zweiten Beinpaares überragt. Die Tarsi sind von mittlerer Länge und spitz zulaufend (WALL u. SHEARER, 2001). 4 Ixodes hexagonus I. hexagonus, die Igelzecke, ist durch ein hexagonales Schild gekennzeichnet. Die Männchen sind 3,5-4 mm lang, vollgesogene Weibchen können eine Körperlänge bis zu 8 mm erreichen (WALL u. SHEARER, 2001). Ihre Farbe wird als rotbraun (WALL u. SHEARER, 2001) oder zwischen gelb und hell-orange (LUCIUS u. LOOS-FRANK, 2008) beschrieben. Die Coxae des ersten Beinpaares tragen einen Dorn, der allerdings kleiner ist als bei I. ricinus und die Coxae des zweiten Beinpaares nicht überragt. Die Tarsi sind lang und an der Spitze höckerig (WALL u. SHEARER, 2001). Ixodes canisuga I. canisuga, die Fuchszecke, ist von gelblich-brauner Farbe. Die Weibchen sind nüchtern ca. 2 mm und vollgesogen bis zu 8 mm lang. Der coxale Dorn ist bei den Männchen sehr klein und fehlt den Weibchen. Die Tarsi sind breit und von mittlerer Länge mit subapicalen Höckern (WALL u. SHEARER, 2001). Dermacentor reticulatus Zecken der Gattung Dermacentor besitzen Augen, ihre Analfurche verläuft hinter dem Anus (metastriate Zecken) und ihre Palpen sind kurz (KUTZER, 2000; WALL u. SHEARER, 2001). D. reticulatus, die Auwaldzecke, ist durch ihr weißlich-bräunlich marmoriertes Rückenschild und einen großen Sporn auf dem zweiten Pedipalpenglied gekennzeichnet (ZAHLER u. GOTHE, 1997). Die Weibchen erreichen nüchtern eine Größe von etwa 5 mm und vollgesogen bis zu 12 mm, die Männchen sind etwas kleiner (HEILE et al., 2006; BARUTZKI et al., 2007). Haemaphysalis concinna H. concinna ist eine kleine Zeckenart mit hellbraunem Körper und kurzen Mundwerkzeugen, deren zweites Palpensegment seitlich ausgezogen ist. Sie besitzen Randläppchen und sind metastriate Zecken, denen Augen fehlen (WALL u. SHEARER, 2001). 5 1.2.1.3. LEBENSZYKLUS Der Lebenszyklus von Schildzecken beinhaltet vier verschiedene Entwicklungsstadien: Ei, Larve, Nymphe und Adulte (männlich und weiblich). Die aus den Eiern geschlüpften Larven beginnen nach ihrer Häutung mit der Wirtssuche. Nach erfolgter Blutmahlzeit lassen sie sich zu Boden fallen, wo sie sich zu Nymphen häuten. Diese suchen einen zweiten Wirt, an dem sie Blut saugen, um sich danach wieder zu Boden fallen zu lassen. Dort erfolgt schließlich die Häutung zum weiblichen oder männlichen Adultus, die wiederum auf Wirtssuche gehen. Vor und nach jeder Häutung durchlaufen alle Stadien eine Tage bis Wochen dauernde Ruhephase (WALL u. SHEARER, 2001). Die Kopulation findet üblicherweise auf dem Wirt statt, wobei das Männchen auf dem Wirt verbleiben, mehrmals Blut saugen (SONENSHINE et al., 2002) und sich mit mehreren Weibchen paaren kann (WALL u. SHEARER, 2001; GERN, 2005; LUCIUS u. LOOS-FRANK, 2008). Männliche metastriate Schildzecken benötigen vor der Befruchtung eine Blutmahlzeit (SONENSHINE et al., 2002), bei Zecken der Gattung Ixodes kann die Spermienbildung schon im Nymphenstadium abgeschlossen sein, sodass unmittelbar nach der Häutung zum Adulten noch auf dem Boden die Begattung erfolgen kann (MEHLHORN u. PIEKARSKI, 2002). Von männlichen Zecken der Art D. reticulatus weiß man, dass sie vor der Kopulation eine Blutmahlzeit benötigen, wobei im Vergleich zum Weibchen nur sehr geringe Mengen Blut aufgenommen werden (HEILE et al., 2006; BARUTZKI et al., 2007). Auch die Männchen von I. ricinus benötigen laut GERN (2005) kleine Blutmahlzeiten. Während das Männchen nach der Paarung abstirbt, lässt sich das vollgesogene Weibchen vom Wirt abfallen und macht in der Vegetation eine Ruhephase durch, während der die Blutmahlzeit verdaut wird und die Eier reifen. Dann legt es mehrere tausend Eier auf einmal ab, die sich auf dem Rücken des Weibchens versammeln, das schließlich darunter abstirbt (LUCIUS u. LOOS-FRANK, 2008). Bei D. reticulatus beinhaltet ein Gelege etwa 3000-5000 Eier (HEILE et al., 2006; BARUTZKI et al., 2007), die Weibchen von I. ricinus legen je nach Menge der aufgenommenen Nahrung ca. 2000 Eier ab (LIEBISCH u. LIEBISCH, 2003a). Alle Entwicklungsstadien benötigen zu Beginn des Saugaktes mehrere Stunden, bis sie sich in die Haut eingebohrt haben und danach mehrere Tage, bis sie die erforderliche Nahrungsmenge aufgenommen haben (LUCIUS u. LOOS-FRANK, 2008). So beträgt die Dauer des Saugaktes bei den Larven von I. ricinus etwa 3 Tage, bei den Nymphen 5 und bei den Weibchen 7 (LIEBISCH u. LIEBISCH, 2003a) bis 14 Tage (WALL u. SHEARER, 2001), bei den Weibchen von D. reticulatus 9 bis 15 Tage (WALL u. SHEARER, 2001). Europäische Schildzeckenarten sind Entwicklungsstadien Larve, dreiwirtige Zecken. Die drei aufeinander folgenden Nymphe und Adulte befallen jeweils einen Wirt zur Nahrungsaufnahme und verlassen diesen wieder zur Häutung am Boden (LIEBISCH u. 6 LIEBISCH, 2003a). Die Dauer des gesamten Lebenszyklus beträgt unter natürlichen Bedingungen bei D. reticulatus ein bis eineinhalb Jahre (HEILE et al., 2006; BARUTZKI et al., 2007), bei I. ricinus normalerweise 2-3 Jahre (GERN, 2005), wenigstens aber 1,5 Jahre und kann sich aber auf bis zu 5 Jahre verlängern (LIEBISCH u. LIEBISCH, 2003a). Zecken verbringen weniger als 10 % ihres Lebens in einer parasitären Phase am Wirt (WALL u. SHEARER, 2001; SONENSHINE et al., 2002), den überwiegenden Teil leben sie in den obersten Schichten des Erdbodens (Eiablage, Häutung, Ruhephasen, Überwinterung) oder an der Vegetation beim Warten auf einen Wirt (LIEBISCH u. LIEBISCH, 2003a). Abhängig von ihrer Umgebung zeigen Zecken in Mitteleuropa üblicherweise saisonale Aktivitätsphasen mit Spitzen im Frühling und Herbst (FÖLDVÁRI u. FARKAS, 2005; SZÉLL et al., 2006; HORNOK u. FARKAS, 2009), für Zecken der Arten I. ricinus und D. reticulatus konnten aber auch ganzjährige Aktivitäten nachgewiesen werden (FÖLDVÁRI et al., 2007; HORNOK, 2009). 1.2.1.4. LEBENSRAUM UND WIRTSSPEKTRUM Die meisten Schildzecken bewohnen offene Habitate wie Grasland, Busch- oder Waldflächen (LUCIUS u. LOOS-FRANK, 2008), die zwei Voraussetzungen erfüllen müssen, ein genügend großes Angebot an Wirtstieren für jedes Entwicklungsstadium und eine ausreichend hohe Luftfeuchtigkeit, um ihren Flüssigkeitshaushalt aufrecht zu erhalten (WALL u. SHEARER, 2001). Bevorzugte Biotope von I. ricinus sind Waldränder, Buschzonen und dichte Krautvegetation, wo sie in der Vegetation je nach Entwicklungsstadium mehr oder weniger weit nach oben klettern und mit ausgebreitetem ersten Beinpaar, auf dem sich das Haller´sche Organ befindet, auf einen vorbeikommenden Wirt warten (LUCIUS u. LOOSFRANK, 2008). Die Aktivitätsperiode von I. ricinus beginnt bei einer Temperatur von etwa 7 °C mit einem Optimum zwischen 25 und 30 °C und die relative Luftfeuchte sollte möglichst > 75% betragen (VOIGT, 2007). D. reticulatus bevorzugt feuchte Biotope wie Wiesen- und Sumpfniederungen (BARUTZKI et al., 2007) und toleriert auch sehr niedrige Außentemperaturen bis -10 °C (ZAHLER et al., 1996). Die Auwaldzecke ist bei der Beutesuche nicht nur passiv wie I. ricinus, sondern bewegt sich auch aktiv auf einen Wirt zu (TALASKA et al., 2007). Larven sind vor allem auf Kleinsäugern wie z.B. Mäusen anzutreffen, Nymphen bevorzugen etwas größere Wirte. Adulte Zecken findet man vorwiegend auf größeren Säugern, zu denen viele Wild- und Haustiere zählen. Der Mensch kann von allen drei Entwicklungsstadien befallen werden, am häufigsten werden jedoch Nymphen gefunden (LIEBISCH u. LIEBISCH, 2003a). Schildzecken sind nicht wirtsspezifisch, viele Arten bevorzugen aber bestimmte 7 Wirtstiere: I. hexagonus parasitiert oft in großen Massen am Igel, aber auch an Hunden. I. canisuga saugt vorzugsweise an Füchsen und Mardern und ist daher besonders an Jagdhunden zu finden. H. concinna parasitiert an zahlreichen Wild- und Haustieren (LÖWENSTEIN u. HÖNEL, 1999). Adulte Zecken der Art D. reticulatus befallen Hunde, Pferde, Rinder und Schafe, aber auch Wildtiere wie Rehe, Wildschweine und Füchse (HEILE et al., 2006). 1.2.1.5. VERBREITUNG I. ricinus ist die häufigste und am weitesten verbreitete Zeckenart in Europa. Ihr Verbreitungsgebiet erstreckt sich etwa zwischen dem 40. und 60. Breitengrad und wird östlich durch die Wolga sowie das Kaspische Meer und westlich durch die Atlantikküste begrenzt (LIEBISCH u. LIEBISCH, 2003a). Man kann I. ricinus in Österreich, Ungarn, Deutschland, Italien, Frankreich, Polen, Tschechien, in der Slowakei und der Schweiz, ebenso in Schweden, Portugal und Schottland finden (KAHL et al., 1992; WALKER et al., 2001; SIXL et al., 2003; JOUDA et al., 2004; FERQUEL et al., 2006; SMETANOVÁ et al., 2006; FÖLDVÁRI et al., 2007; PEJCHALOVÁ et al., 2007; SKOTARCZAK et al., 2008; JAENSON et al., 2009; SANTOS et al., 2009; IORI et al., 2010). Das Verbreitungsgebiet von I. hexagonus erstreckt sich über ganz Europa von der Atlantikküste bis nach Russland und von Schottland und Norwegen bis nach Griechenland, Spanien und Nordwestafrika (LIEBISCH et al., 1989). Ihr Vorkommen ist in Österreich, Ungarn und Deutschland bekannt (LIEBISCH et al., 1989; LASSNIG et al., 1998; FÖLDVÁRI u. FARKAS, 2005). I. canisuga ist in Europa weit verbreitet (WALL u. SHEARER, 2001) und auch in Österreich und Ungarn anzutreffen (LASSNIG et al., 1998; FÖLDVÁRI u. FARKAS, 2005). D. reticulatus ist eine eurasische Zeckenart, die ihre angestammte Verbreitung in vielen Ländern Europas hat (LIEBISCH u. LIEBISCH, 2007). So kann man sie in Österreich, aber auch in Ungarn, der Slowakei, Deutschland, Italien und Frankreich finden (SIXL et al., 2003; FÖLDVÁRI u. FARKAS, 2005; BOURDOISEAU, 2006; HEILE et al., 2006; SMETANOVÁ et al., 2006; IORI et al., 2010). Das Verbreitungsgebiet von H. concinna erstreckt sich über weite Teile Europas einschließlich Österreich, Ungarn, Deutschland und Italien (KAHL et al., 1992; FÖLDVÁRI u. FARKAS, 2005; BLASCHITZ et al., 2008; IORI et al., 2010). 8 1.2.1.6. VEKTORFUNKTION Durch ihre hämatophage Lebensweise sind Zecken wichtige Überträger von Krankheitserregern wie Viren, Bakterien und Protozoen, die sie bei jeder Blutmahlzeit aufnehmen oder weitergeben können (WALL u. SHEARER, 2001). Eine uninfizierte Zecke kann pathogene Erreger aufnehmen, indem sie entweder an einem infizierten Wirt Blut saugt, oder indem sie gleichzeitig neben einer infizierten Zecke am selben Wirt saugt (cofeeding), auch ohne systemische Infektion des Wirtes (RANDOLPH et al., 1996). Zecken können nicht nur einen, sondern auch zwei oder mehrere Pathogene gleichzeitig beherbergen (HILDEBRANDT et al., 2003; GLATZ et al., 2005; WÓJCIK-FATLA et al., 2009). Von der Zecke aufgenommene Erreger können transstadial, transovarial oder intrastadial weitergegeben werden. Bei der transstadialen Übertragung erfolgt die Weitergabe von Krankheitserregern von der Larve an die Nymphe und von der Nymphe an die adulte Zecke. Von einer transovarialen Übertragung spricht man, wenn adulte Zeckenweibchen Erreger über ihre Eier an die nachfolgende Zeckengeneration weitergeben (WALL u. SHEARER, 2001). Bei der intrastadialen Übertragung wird ein Krankheitserreger vom selben Entwicklungsstadium sowohl aufgenommen als auch weitergegeben (STICH et al., 2008). Diese Art der Übertragung betrifft männliche Zecken, da diese mehrere Blutmahlzeiten zu sich nehmen können (SONENSHINE et al., 2002), für männliche metastriate Zecken wurde experimentell gezeigt, dass sie an verschiedenen Wirten Blut saugen (STICH et al., 2008). Zecken der Gattung Ixodes können als Vektoren für B. burgdorferi s. l., A. phagocytophilum und das FSME-Virus fungieren (KIRTZ, 1999; KIRTZ et al., 2000; SKOTARCZAK, 2002). Insbesondere I. ricinus gilt in Europa als Hauptüberträger dieser drei Krankheitserreger (KIRTZ, 1999; STRLE, 2004; STÜNZNER et al., 2006), aber auch I. hexagonus ist potentieller Vektor für Anaplasmen, Borrelien und das FSME-Virus (KIRTZ, 1999; JONGEJAN u. UILENBERG, 2004; NIJHOF et al., 2007). D. reticulatus fungiert als Vektor für B. c. canis (HEILE et al., 2006) und H. concinna kann Anaplasmen, Borrelien und das FSME-Virus beherbergen (KIRTZ, 1999; SPITALSKA u. KOCIANOVA, 2003; SUN u. XU, 2003). 9 1.2.1.7. PROPHYLAXE Zur Bekämpfung des Zeckenbefalls bei Haustieren werden Stoffe mit akarizider Wirkung eingesetzt. Verschiedenste am Markt erhältliche Mittel zur Zeckenprophylaxe mit unterschiedlichen Wirkungsweisen werden von Hundebesitzern angewandt. Einerseits sollen sie zum Absterben der schon am Hund befindlichen Zecken führen und andererseits soll der Befall mit Zecken verhindert werden. Die pharmakologische Wirkungsweise beruht in den meisten Fällen auf neurotoxischen Effekten. Sowohl Larven und Nymphen als auch adulte Formen sollen erfasst werden. Die neurotoxische Wirkung führt zu Immobilisation und nach entsprechender Einwirkzeit zum Absterben der Parasiten (UNGEMACH, 2006). Neben der abtötenden Komponente ist zum Schutz vor Reinfestation der Repellierungseffekt von Bedeutung. Repellentien sind Arthropoden-abwehrende Stoffe, die ein Anheften und Stechen der Zecken verhindern sollen (UNGEMACH, 2006; MARCHIONDO et al., 2007; STEUBER u. BODE, 2008). Bezüglich der Applikationsart stehen mehrere Möglichkeiten zur Verfügung: Spot-on-Präparate, Halsbänder, Sprays und Shampoos. Bei Spot-on-Lösungen werden die akariziden Wirkstoffe in den Talgdrüsen gespeichert und kontinuierlich mit dem Talg ins Fell und auf die Haut abgegeben (UNGEMACH, 2006; VOIGT, 2007). Tabelle 1 gibt einen Überblick über in Österreich erhältliche Produkte zur Zeckenbekämpfung beim Hund. Tab.1: Akarizida beim Hund Handelsname (Firma) Wirkstoff Wirkstoffgruppe Formulierung Propoxur Carbamate Halsband, Spray Amitraz (mit Metaflumizon) Formamidine Spot-on Amitraz Formamidine Halsband Dimpylat Organophosphate Spot-on, Halsband Dimpylat Organophosphate Halsband Tetrachlorvinphos Organophosphate Halsband ® Frontline (Merial) Fipronil Phenylpyrazole Spot-on, Spray ® ® Bolfo (Bayer) ® ProMeris Duo (Fort Dodge) ® Preventic (Virbac) ® Frento (Nifra) ® ® Pitti , PetStar (Beaphar) ® Frento (Nifra) Prac-Tic (Novartis) Pyriprol Phenylpyrazole Spot-on ® Permethrin Pyrethroide Spot-on ® Permethrin Pyrethroide Shampoo Permethrin (mit Imidacloprid) Pyrethroide Spot-on Deltamethrin Pyrethroide Halsband Flumethrin (mit Propoxur) Pyrethroide Halsband Exspot (Essex) Frento (Nifra) ® Advantix (Bayer) ® Scalibor (Intervet) ® Kiltix (Bayer) 10 1.2.2. CANINE GRANULOZYTÄRE ANAPLASMOSE (CGA) 1.2.2.1. ERREGER TAXONOMIE A. phagocytophilum, ein Bakterium aus der Familie der Anaplasmataceae, ist der Erreger der CGA. Früher wurde es unter dem Namen Ehrlichia (E.) phagocytophila geführt und man sprach von der caninen granulozytären Ehrlichiose (CGE) (GREIG u. ARMSTRONG, 2006). Im Jahr 2001 kam es zu einer Änderung der Nomenklatur. Die drei Spezies E. phagocytophila (Erreger der CGE und des Zeckenfiebers der Wiederkäuer), E. equi (Erreger der equinen granulozytären Ehrlichiose) und der Erreger der humanen granulozytären Ehrlichiose (HGE) wurden aufgrund ihrer genetischen und biologischen Ähnlichkeit reklassifiziert und als neue Spezies A. phagocytophilum zusammengefasst (DUMLER et al., 2001). MORPHOLOGIE A. phagocytophilum ist ein gram-negatives, pleomorphes, obligat intrazelluläres Bakterium, das vorwiegend neutrophile, selten auch eosinophile Granulozyten besiedelt (DUMLER et al., 2001; GREIG u. ARMSTRONG, 2006). In diesen Zellen vermehren sich die Bakterien durch Zweiteilung und sind als multiple kokkoide, 0,2-2 μm große Elementarkörperchen oder als bis zu 6 μm große Einschlußkörperchen, sogenannte Morulae, in denen sich zwanzig oder mehr bakterielle Organismen befinden, im Zytoplasma nachweisbar (POPOV et al., 1998; KIRTZ et al., 2005; GREIG u. ARMSTRONG, 2006). VERBREITUNG UND WIRTSSPEKTRUM A. phagocytophilum ist weltweit verbreitet und wird durch Zecken auf verschiedene Tierarten und den Menschen übertragen. In Europa sind Erkrankungen bei Schafen, Ziegen, Rindern, Pferden, Hunden, Katzen und auch beim Menschen bekannt (STUEN, 2007; CARRADE et al., 2009). Als natürliche Reservoirwirte können verschiedene Wildtiere dienen. In der Slowakei und in Tschechien wurde der Erreger in Wildwiederkäuern, Wildschweinen, aber auch in Kleinsäugern wie Mäusen nachgewiesen (SMETANOVÁ et al., 2006; ZEMAN u. PECHA, 2008). In Österreich dient vor allem Rehwild als natürliches Reservoir für A. phagocytophilum, es konnten Infektionsraten bis zu 74 % für österreichisches Rehwild 11 gezeigt werden (PETROVEC et al., 2003; POLIN et al., 2004). Über das Vorkommen der CGA wurde bisher in Österreich, Deutschland, Tschechien, Italien, Schweden, Polen, in der Schweiz und in Großbritannien berichtet (PUSTERLA et al., 1997; KIRTZ et al., 2000; ENGVALL u. EGENVALL, 2002; MANNA et al., 2004; SKOTARCZAK et al., 2004; BEXFIELD et al., 2005; MELTER et al., 2007; KOHN et al., 2008). Zum Nachweis von A. phagocytophilum–DNA mittels PCR in ungesogenen I. ricinus Zecken gibt es Untersuchungen aus einigen europäischen Ländern. In Deutschland wurde eine Prävalenz von 5,4 % festgestellt, wobei die Infektionsrate bei den adulten Zecken mit 6,0 % höher lag als bei den Nymphen mit 4,7 % (HILDEBRANDT et al., 2010). In der Schweiz wurden Prävalenzen von 1,3 % und 1,4 % festgestellt (PUSTERLA et al., 1999; LIZ, 2002), und in Frankreich lag die Prävalenz in adulten Zecken bei 1,2 % und in Nymphen bei 0,4 % (FERQUEL et al., 2006). In der Slowakei lag die Infektionsprävalenz von I. ricinus bei 4,4 % (SMETANOVÁ et al., 2006) und in Polen bei 4,1 % (SKOTARCZAK et al., 2006). Bei Untersuchungen in Österreich konnten Prävalenzen von 5,1 % und 8,7 % in ungesogenen adulten I. ricinus festgestellt werden (SIXL et al., 2003; POLIN et al., 2004). Bei den Nymphen lag die Infektionsrate bei 5,8 % (POLIN et al., 2004). 1.2.2.2. ÜBERTRAGUNG A. phagocytophilum wird durch Zecken der Gattung Ixodes übertragen (KOHN et al., 2008). Nach Infektion der Zecken durch eine Blutmahlzeit an einem bakteriämischen Wirt persistieren die Erreger in den Speicheldrüsen der Zecken und werden transstadial weitergegeben. Die übertragenden Zecken werden so selbst zu Reservoiren, da sie selbst und auch die folgenden Stadien einer Generation infiziert bleiben und die Erreger bei der nächsten Blutaufnahme an einen Wirt weitergeben können (LIEBISCH et al., 2006). In Europa gilt I. ricinus als Hauptüberträger der CGA (CARRADE et al., 2009). Da der Erreger auch in Zecken der Arten I. hexagonus und H. concinna nachgewiesen wurde (SPITALSKA u. KOCIANOVA, 2003; NIJHOF et al., 2007), ist für diese beiden in Österreich vorkommenden Zeckenarten ebenfalls eine Vektorfunktion für A. phagocytophilum möglich. Als weiterer Übertragungsweg käme eine Bluttransfusion eines bakteriämischen Spenders in Frage (EWING et al., 1997). Für die Übertragung eines Erregers von der Zecke auf einen Säugetierwirt ist eine gewisse Zeitspanne vom Beginn des Anheftens der Zecke bis zur Inokulation der Erreger in die Saugwunde erforderlich. Untersuchungen über die minimal erforderlichen Übertragungszeiten ergaben, dass Anaplasmen innerhalb von 24 Stunden nach dem 12 Anheften der Zecken übertragen werden können (DES VIGNES et al., 2001; HEILE et al., 2007). 1.2.2.3. PATHOGENESE Nach der Übertragung durch erregerhältigen Zeckenspeichel während einer Blutmahlzeit binden die Bakterien an Oberflächenrezeptoren ihrer Zielzellen. Die Elementarkörperchen dringen durch Endozytose in Granulozyten ein, werden von einer Membran umschlossen und beginnen sich zu teilen. Nach 3 bis 5 Tagen entsteht so die klassische Morula, zu Deutsch Maulbeere, eine mit Elementarkörperchen angefüllte Vakuole im Zytoplasma ihrer Wirtszellen (GREIG u. ARMSTRONG, 2006; LIEBISCH et al., 2006). Nach experimenteller Infektion traten die ersten zytoplasmatischen Einschlüsse in Granulozyten des peripheren Blutes 4-14 Tage post infectionem (p. i.) auf und konnten lediglich für einen Zeitraum von 4 bis 8 Tagen nachgewiesen werden (LILLIEHÖÖK et al., 1998). Nach dem Platzen der Wirtszelle werden die Elementarkörperchen wieder frei und können neue Zellen infizieren (GREIG u. ARMSTRONG, 2006). Außer in den Granulozyten des peripheren Blutes kann man den Erreger auch in Zellen vieler anderer Organe, wie Knochenmark, Milz, Leber, Lunge, Herz und Nieren nachweisen (LILLIEHÖÖK et al., 1998; BJÖERSDORFF, 2005). Die genaue Pathogenese von Infektionen mit A. phagocytophilum ist noch unklar, es wird vermutet, dass nicht der Organismus selbst, sondern immunpathologische Vorgänge Schäden verursachen. Das können einerseits überschießende Entzündungsreaktionen sein, andererseits sind infizierte neutrophile Granulozyten in ihrer Physiologie und Funktion stark beeinträchtigt. Die so geschwächte Immunabwehr des Wirtes erleichtert das Auftreten von nachfolgenden Sekundärinfektionen (BJÖERSDORFF, 2005). A. phagocytophilum selbst verfügt über Mechanismen, die seine Zerstörung durch Zellen des Immunsystems des Wirtes verhindern (DUMLER et al., 2005). 1.2.2.4. KLINISCHE SYMPTOME Infektionen mit A. phagocytophilum verursachen bei Hunden vielseitige, meistens unspezifische Krankheitssymptome. Nach einer Inkubationszeit von 4-14 Tagen, abhängig vom individuellen Status des Immunsystems, werden die Tiere üblicherweise mit Apathie, Anorexie und hohem Fieber bis zu 41 °C vorgestellt. Des weiteren können erkrankte Hunde blasse Schleimhäute, ein gespanntes und schmerzhaftes Abdomen, Erbrechen, Durchfall, Lymphknotenschwellungen, Hepato(spleno)megalie, Lahmheiten, geschwollene Gelenke, 13 Petechien, Epistaxis, aber auch neurologische Symptome wie epileptiforme Anfälle, Ataxien und propriozeptive Defizite zeigen (GREIG et al., 1996; PUSTERLA et al., 1997; TOZON et al., 2003; BJÖERSDORFF, 2005; MELTER et al., 2007; KOHN et al., 2008; SCHAARSCHMIDT-KIENER et al., 2008). Labordiagnostisch sind eine Thrombozytopenie, Anämie und Leukopenie als hämatologische Veränderungen nachweisbar. Eine moderate bis schwere Thrombozytopenie besteht für einige Tage nach der Bakteriämie und stellt die häufigste Abweichung dar (BJÖERSDORFF, 2005; CARRADE et al., 2009). Die Anämie ist typischerweise mild und nichtregenerativ (CARRADE et al., 2009), es wurde aber auch über Fälle mit regenerativer oder schwerer Anämie berichtet (KOHN et al., 2008). Die Leukopenie resultiert aus einer frühen Lymphopenie mit folgender Neutropenie und geht in eine transiente Leukozytose über (BJÖERSDORFF, 2005). Als veränderte blutchemische Parameter sind erhöhte Leberenzymwerte (alkalische Phosphatase und Alanin-Amino-Transferase), eine erhöhte Gesamtproteinkonzentration, die aus einer Hyperglobulinämie und einer Hypoalbuminämie besteht, und erniedrigtes Eisen zu nennen (SCHAARSCHMIDT-KIENER u. MÜLLER, 2007; CARRADE et al., 2009). 1.2.2.5. DIAGNOSE Einige diagnostische Möglichkeiten stehen zur Verfügung und meistens führt eine Kombination mehrerer Methoden zur Diagnosefindung (KOHN et al., 2008; CARRADE et al., 2009). Die Verdachtsdiagnose einer CGA kann aufgrund der klinischen Symptomatik, der labordiagnostischen Veränderungen des Blutes und eines entsprechenden Vorberichtes bezüglich möglicher Zeckenexposition und/oder vorausgegangenem Zeckenbefall gestellt werden (KIRTZ et al., 2000). Der mikroskopische Direktnachweis erfolgt im gefärbten Blutausstrich. Während der akuten Krankheitsphase können die Erreger als Elementarkörperchen oder als typische Morulae in den neutrophilen Granulozyten nachgewiesen werden (KIRTZ et al., 2005). Eine Serokonversion erfolgt üblicherweise ca. 8 Tage p. i., einige Tage nach dem Auftreten der Einschlusskörperchen in den Granulozyten (CARRADE et al., 2009). Zum Nachweis einer Infektion sind paarige Serumproben, entnommen im Abstand von 4 Wochen oder länger, nötig, in denen eine mindestens vierfache Titererhöhung nachgewiesen werden kann (BJÖERSDORFF, 2005). 14 Die Untersuchung mittels PCR mit A. phagocytophilum-spezifischen Primern gilt als sehr sensitive und spezifische Methode für eine sichere Diagnosestellung. In der akuten Krankheitsphase sind Blutproben längere Zeit PCR-positiv, auch wenn lichtmikroskopisch keine Morulae mehr Synovialflüssigkeit, nachgewiesen werden Cerebrospinalflüssigkeit können. oder Neben Gewebeproben Blutproben können analysiert werden (BJÖERSDORFF, 2005). Bei Hunden mit klinischen Symptomen vorwiegend den Bewegungsapparat betreffend, wie wechselnde Lahmheiten, Gelenksschwellungen und -schmerzen, konnte keine Erreger-DNA im Blut, dafür aber in der Synovia nachgewiesen werden (SCHAARSCHMIDT-KIENER u. MÜLLER, 2007). 1.2.2.7. SEROPRÄVALENZ In einer über mehrere Jahre angelegten Studie wurden die Seren von 1470 Hunden aus ganz Österreich, unabhängig vom klinischen Zustand, auf das Vorhandensein von Antikörpern gegen A. phagocytophilum untersucht. Es konnte eine Seroprävalenz von 56,5 % ermittelt werden (KIRTZ et al., 2007). Bei Untersuchungen in Deutschland betrug die Seroprävalenz 50,1 %, allerdings wurden auch diese 1124 beprobten Hunde aufgrund ihrer Anamnese mit einer A. phagocytophilum-Infektion in Verbindung gebracht (BARUTZKI et al., 2006). In einer weiteren deutschen Studie betrug der Anteil an seropositiven Hunden 43,2 %, wobei kein signifikanter Unterschied zwischen symptomatischen (44,9 %) und asymptomatischen (41,9 %) Hunden festgestellt werden konnte (JENSEN et al., 2007) und von 245 zufällig ausgewählten deutschen Hundeseren waren 19 % seropositiv (SCHAARSCHMIDT-KIENER u. MÜLLER, 2007). Bei einer Untersuchung in Tschechien betrug die Seroprävalenz 25,9 %, es konnte kein signifikanter Unterschied zwischen gesunden Hunden (24,7 %) und Hunden mit klinischen Symptomen (27,5 %) festgestellt werden (KYBICOVÁ et al., 2009). In anderen europäischen Ländern wurden deutlich niedrigere Seroprävalenzen ermittelt. In der Schweiz waren von 996 untersuchten Hunden 7,5 % seropositiv. Allerdings konnte in dieser Untersuchung ein signifikanter Unterschied zwischen symptomatischen (15 % seropositiv) und asymptomatischen (3,4 % seropositiv) Hunden festgestellt werden (PUSTERLA et al., 1998). In Spanien konnte bei einem Untersuchungsgut von 479 Hunden eine Seroprävalenz von 5,01 % ermittelt werden. In dieser Studie lag der Anteil an seropositiven Tieren bei gesunden Hunden mit 5,5 % etwas höher als bei Hunden mit klinischen Symptomen (3,9 %) (AMUSATEGUI et al., 2008). In Schweden waren von 611 untersuchten Hunden 17,7 % seropositiv. Bei diesen Hunden bestand kein klinischer Verdacht auf eine Infektion mit A. phagocytophilum (EGENVALL et al., 2000a). Bei einer Untersuchung in Italien lag die Seroprävalenz bei 8,8 %. Über den 15 klinischen Status dieser 1232 beprobten Hunde lagen keine Informationen vor (EBANI et al., 2008). 1.2.3. CANINE BABESIOSE 1.2.3.1. ERREGER TAXONOMIE Die Babesiose wird durch Protozoen der Gattung Babesia aus der Familie der Babesiidae verursacht (IRWIN, 2005). Die frühere Bezeichnung Piroplasma ist heute noch gebräuchlich und wird als Synonym für Babesia und Theileria verwendet (UILENBERG, 2006). Als Erreger der caninen Babesiose kommen zwei durch ihre Größe unterscheidbare Babesienarten in Frage: B. canis, die große Hundebabesie, und B. gibsoni, die kleine Hundebabesie. B. canis wird in die drei Unterarten B. c. canis, B. c. rossi und B. c. vogeli eingeteilt, die sich in ihrer DNA-Struktur, geographischen Verbreitung, Vektorspezifität und Pathogenität unterscheiden (ZAHLER et al., 1998; BOOZER u. MACINTIRE, 2003; BARUTZKI et al., 2007). MORPHOLOGIE B. gibsoni, die kleine Art, erscheint als meist runde oder ovale Form in einer Größe von 1 μm × 3,2 μm vorwiegend einzeln in den Erythrozyten ihres Wirtes (ZAHLER et al., 2000; TABOADA u. LOBETTI, 2006). Die drei Unterarten von B. canis sind morphologisch nicht voneinander zu unterscheiden. Sie liegen intraerythrozytär als 4-6 μm lange und 2,5-3 μm breite birnenförmige Gebilde, häufig paarweise im spitzen Winkel verbunden, oder als 2-4 μm große amöboide oder ringförmige Stadien (BARUTZKI u. REULE, 2007). Selten werden auch freie Stadien beobachtet, die nach Lyse der Erythrozyten frei werden, bevor sie wieder neue Zellen infizieren (TABOADA u. LOBETTI, 2006). VERBREITUNG Durch die Vektorspezifität der Babesien ist ihre geographische Verbreitung an das Vorkommen der jeweiligen Vektorzecken gebunden (ZAHLER u. GOTHE, 1997). B. gibsoni wird durch Haemaphysalis longicornis, Haemaphysalis bispinosa und Rhipicephalus sanguineus (R. sanguineus) übertragen und kommt in Asien, Australien, Nordamerika, Teilen 16 Afrikas und Südeuropa vor (IRWIN, 2005; TABOADA u. LOBETTI, 2006). Infektionen bei Hunden in Europa wurden in Spanien und Deutschland nachgewiesen (CRIADO-FORNELIO et al., 2003a; HARTELT et al., 2007). B. c. vogeli wird durch R. sanguineus übertragen und kommt in Afrika, Asien, Nord- und Südamerika, Europa und Australien vor (IRWIN, 2005). In Europa wurde der Erreger in Italien, Slowenien, Kroatien, Frankreich und Spanien nachgewiesen (CACCIÒ et al., 2002; CRIADO-FORNELIO et al., 2003b; DUH et al., 2004; SOLANO-GALLEGO et al., 2008; BECK et al., 2009). B. c. rossi wird durch Haemaphysalis leachi übertragen und kommt in Südafrika vor (IRWIN, 2005). B. c. canis wird durch D. reticulatus übertragen und ist in Mittel- und Südeuropa weit verbreitet (IRWIN, 2005). B. c. canis wurde in Italien (SOLANO-GALLEGO et al., 2008), Kroatien (CACCIÒ et al., 2002), Polen (ADASZEK et al., 2009), Slowenien (DUH et al., 2004), in der Schweiz (SAGER et al., 2005), in Frankreich (BOURDOISEAU, 2006), Deutschland (ZAHLER et al., 2000) und Ungarn (FÖLDVÁRI et al., 2005) nachgewiesen. Auch in Österreich traten in den letzten Jahren viele Fälle der caninen Babesiose auf (LESCHNIK et al., 2008b). Untersuchungen zur Prävalenz von B. canis in D. reticulatus wurden in Deutschland durchgeführt. In 7 von 2500 untersuchten Auwaldzecken konnte B. canis-DNA mittels PCR nachgewiesen werden. Das entspricht einer Prävalenz von 0,28 % (NAUCKE, 2008). In einer weiteren deutschen Studie waren 12 (0,6 %) von 2136 untersuchten D. reticulatus mit Babesien infiziert (SCHAARSCHMIDT-KIENER, 2008). In Ungarn konnte eine deutlich höhere Prävalenz von 29,9 % ermittelt werden. Allerdings war bei dieser Studie die Anzahl an untersuchten Zecken mit 144 weiblichen D. reticulatus weitaus geringer (FÖLDVÁRI et al., 2007). 1.2.3.2. ÜBERTRAGUNG B. c. canis wird nach dem Stich einer erregerhältigen Zecke während des anschließenden Saugaktes auf den Hund übertragen. Zecken infizieren sich durch die Aufnahme babesienhältiger Erythrozyten während einer Blutmahlzeit an einem parasitämischen Hund. Die Weitergabe der Erreger erfolgt transstadial von den Larven auf die Nymphen und Adulten (BARUTZKI u. REULE, 2007). Durch männliche D. reticulatus kann eine intrastadiale Übertragung erfolgen, da diese Stadien mehrere Blutmahlzeiten, auch auf verschiedenen Wirten, einnehmen (HEILE et al., 2007). Die Infektion der Ovarien und Eier befallener Zeckenweibchen ermöglicht auch die transovariale Weitergabe der Erreger von der adulten Zecke auf die Nachkommen. Einmal infizierte Zecken bleiben so über mehrere Generationen infektiös und stellen das Reservoir für die Babesien dar, in dem die Erreger über mehrere Jahre persistieren können (BARUTZKI u. REULE, 2007). Die Bluttransfusion 17 eines parasitämischen Spenders stellt eine weitere Infektionsmöglichkeit dar, die aber ebenso wie die transplazentare Übertragung von untergeordneter Bedeutung ist (IRWIN, 2005). Bei experimentellen Infektionsversuchen konnte nachgewiesen werden, dass eine Übertragung infektiöser Stadien der Babesien (Sporozoiten) erst nach einer mindestens 48 Stunden dauernden Blutmahlzeit erfolgt. Eine Ausnahme dieser minimal erforderlichen Übertragungszeit stellen Männchen, die bereits einmal Blut gesogen haben, dar. Sie können mehrmals, auf verschiedenen Hunden Blut saugen und übertragen dann die infektiösen Stadien sofort (HEILE et al., 2007). 1.2.3.3. PATHOGENESE In den infizierten Zecken findet während der Blutaufnahme eine Reifungs- und Vermehrungsphase der Babesien statt, die schließlich als Sporozoiten mit dem Speichel in die Blutbahn des Wirtes abgegeben werden (BARUTZKI u. REULE, 2007; HEILE et al., 2007). Die Sporozoiten dringen durch Endozytose in die Erythrozyten ein, differenzieren sich zu Merozoiten und vermehren sich durch Zweiteilung. Bis zu 16 dieser birnenförmigen Stadien können in einem einzelnen Erythrozyten vorkommen. Nach dem Platzen der Wirtszelle werden die Merozoiten frei, können neue Erythrozyten infizieren und beim Saugakt einer naiven Zecke auf diese übertragen werden (TABOADA u. LOBETTI, 2006). Die Pathogenität von B. canis ist abhängig von der beteiligten Unterart des Erregers. B. c. rossi ist hoch pathogen, wohingegen B. c. vogeli milde, oftmals subklinische Erkrankungen hervorruft. Die in Mitteleuropa weit verbreitete Unterart B. c. canis besitzt eine mittlere Pathogenität (CACCIÒ et al., 2002). Die Infektion der roten Blutkörperchen mit B. canis führt zu intra- und extravasaler Hämolyse. Einerseits erfolgt die direkte Zerstörung der Erythrozyten durch die Parasiten selbst, andererseits werden befallene Blutzellen vom mononukleären Phagozytensystem entfernt. Durch die parasiteninduzierte Freisetzung eines fibrinogen-ähnlichen Proteins werden die Erythrozyten klebrig. Das Verkleben und anschließende Versacken der roten Blutzellen im Kapillarbett trägt neben der Hämolyse ebenfalls zur Entstehung einer akuten Anämie bei. In weiterer Folge kommt es durch die Anämie und kapilläre Stase zu einer Gewebshypoxie, die Gewebeschäden in vielen verschiedenen Organen verursachen kann (TABOADA u. LOBETTI, 2006). Bei der Entstehung komplizierter Verlaufsformen spielen auch immunologische Vorgänge eine wichtige Rolle. Durch die Freisetzung von Entzündungsmediatoren infolge der Gewebeschädigung kann es zu einer überschießenden generalisierten Entzündungsreaktion 18 des Körpers (SIRS - systemic inflammatory response syndrome) kommen. Als weitere Komplikationen wären die Entstehung einer DIC (disseminated intravascular coagulation) oder einer immunmediierten hämolytischen Anämie zu nennen. SIRS und DIC können schließlich zu einem Multiorganversagen führen (MÁTHÉ et al., 2006). 1.2.3.4. KLINISCHE SYMPTOME Nach einer Inkubationszeit von 3 bis 21 Tagen (BOOZER u. MACINTIRE, 2003; SCHETTERS et al., 2009) treten mit Fieber, Apathie und vermindertem Appetit die ersten, eher unspezifischen klinischen Symptome auf (ADASZEK et al., 2009). Innerhalb weniger Tage kann es zu Hämoglobinurie, blassen Schleimhäuten, Tachykardie, Petechien, vergrößerten Lymphknoten, Splenomegalie, Anorexie, Ikterus und Erbrechen kommen. Weitere klinische Manifestationen variieren je nach den betroffenen Organsystemen. Akute Niereninsuffizienz, Hepatopathien, Pankreatitis oder das Auftreten neurologischer Symptome können die Folgen komplizierter Verlaufsformen sein (MÁTHÉ et al., 2006). Die auffälligsten hämatologischen Veränderungen sind eine meist schwere Thrombozytopenie und eine milde bis moderate, anfangs nicht regenerative, meist hämolytische Anämie, die im weiteren Krankheitsverlauf in eine regenerative Anämie übergeht. Des Weiteren zeigen viele erkrankte Hunde eine Leukopenie und eine Hyperfibrinogenämie (FURLANELLO et al., 2005). 1.2.3.5. DIAGNOSE Basierend auf der klinischen Symptomatik und epidemiologischen Daten (Aufenthalt des Hundes in einem Endemiegebiet, vorangegangener Zeckenbefall, Jahreszeit) kann die Verdachtsdiagnose einer Babesiose gestellt werden (BOURDOISEAU, 2006). Erkrankungsfälle treten gehäuft im Frühling und Herbst bei Temperaturen zwischen 5 °C und 20 °C auf, da die Erreger an die saisonale Aktivität der Vektorzecken gebunden sind (MÁTHÉ et al., 2006; LESCHNIK et al., 2008b). Eine definitive Diagnose kann jedoch nur aufgrund eines direkten oder indirekten Erregernachweises gestellt werden (TABOADA u. LOBETTI, 2006). Im akuten Stadium kann der mikroskopische Direktnachweis erfolgen. Während der Parasitämie sind die Babesien intraerythrozytär im gefärbten Blutausstrich nachweisbar (BOOZER u. MACINTIRE, 2003). Ein direkter Erregernachweis kann auch mittels PCR aus 19 Blutproben erfolgen. Diese Methode besitzt höhere Sensitivität und Spezifität als der Ausstrich (SKOTARCZAK, 2008). Serologische Untersuchungen bieten die Möglichkeit des indirekten Erregernachweises. Zur Diagnose einer akuten Babesiose ist die alleinige serologische Untersuchung nicht sinnvoll, da eine Serokonversion üblicherweise erst ca. 8-10 Tage p. i. erfolgt (BOOZER u. MACINTIRE, 2003) und daher in der Frühphase der Erkrankung negative Ergebnisse möglich sind. Ein positives Ergebnis einer einmaligen Untersuchung zeigt nur an, dass sich der Hund mit dem Erreger auseinandergesetzt und Antikörper gebildet hat, und kann auch von einem länger zurückliegenden Erregerkontakt herrühren (BARUTZKI et al., 2007). 1.2.3.6. SEROPRÄVALENZ In Frankreich konnte bei einem Untersuchungsgut von 989 Hunden eine Seroprävalenz der caninen Babesiose von 14,1 % ermittelt werden (CABANNES et al., 2002). In einer Studie in Ungarn waren von 641 untersuchten Hunden 37 seropositiv. Das entspricht einer Seroprävalenz von 5,7 % (HORNOK et al., 2006). In Italien konnte mit 34 % eine sehr hohe Seroprävalenz ermittelt werden. In diese Untersuchung wurden 376 asymptomatische Hunde einbezogen (CASSINI et al., 2009). 1.2.4. CANINE BORRELIOSE 1.2.4.1. ERREGER TAXONOMIE Die Lyme-Borreliose wird durch Bakterien der Spezies B. burgdorferi s. l. verursacht. Taxonomisch gehören diese Erreger zur Gattung Borrelia aus der Familie der Spirochaetaceae. Durch molekularbiologische Analysen kann man die 3 Untergruppen B. burgdorferi sensu stricto, STRAUBINGER, 2006). B. afzelii und B. garinii unterscheiden (GREENE u. 20 MORPHOLOGIE Borrelien sind gram-negative, schraubenförmige Bakterien mit einer Länge von 10-30 μm und einem Durchmesser von 0,18-0,25 μm. Sie besitzen an beiden Enden fadenförmige Fortsätze unterschiedlicher Anzahl, die der Fortbewegung dienen (BURGDORFER et al., 1982; LITTMAN, 2003). Mit Hilfe der Geißeln kann der gesamte Zellkörper in eine rotierende, korkenzieherartige Bewegung versetzt werden (HORST, 2003). Borrelien können auch in unbewegliche, 0,05-1,4 μm große Zystenformen (Blebs, L-Formen) übergehen (KERSTEN et al., 1995; LITTMAN, 2003). VERBREITUNG UND WIRTSSPEKTRUM Das Verbreitungsgebiet von B. burgdorferi s. l. erstreckt sich über Nordamerika, Europa und Asien. In Europa konnten die drei Genospezies B. burgdorferi s. s., B. afzelii und B. garinii nachgewiesen werden. Als Reservoirwirte dienen verschiedene Wildtiere, vor allem Kleinsäuger und Nagetiere wie Mäuse und Ratten, aber auch Vögel. Durch blutsaugende Arthropoden werden die Erreger auf Haussäugetiere und den Menschen übertragen (GREENE u. STRAUBINGER, 2006). In Europa sind Erkrankungen bei Hunden, Katzen, Pferden, Rindern, Schafen und dem Menschen bekannt (LIEBISCH u. LIEBISCH, 2003b). Zur Prävalenz von B. burgdorferi s. l. in ungesogenen I. ricinus gibt es Untersuchungen mittels PCR aus einigen europäischen Ländern. In Deutschland konnten Infektionsraten von 13,9–24 % (OEHME et al., 2002) und in der Schweiz von 17,4 % (GERN et al., 2010) ermittelt werden. In einer anderen Schweizer Studie wurden Prävalenzen von 9–40 % in Nymphen und von 22–47 % in adulten Zecken festgestellt (JOUDA et al., 2004). In Polen lag die Infektionsrate bei 12,4 % (STAŃCZAK et al., 2004), in Tschechien bei 12,1 % (PEJCHALOVÁ et al., 2007) und in der Slowakei bei 32 % (SMETANOVÁ et al., 2007). Bei Untersuchungen in Österreich wurden Prävalenzen von 10,9 % und 14,4 % festgestellt (STÜNZNER et al., 2006; BLASCHITZ et al., 2008). In Ungarn konnte der Erreger in 6 von 108 (5,6 %) weiblichen I. ricinus nachgewiesen werden, allerdings wurden diese Zecken von Hunden entfernt (FÖLDVÁRI et al., 2007). 1.2.4.2. ÜBERTRAGUNG B. burgdorferi s. l. wird während der Blutmahlzeit infizierter Zecken der Gattung Ixodes, in Europa hauptsächlich durch I. ricinus, übertragen. Obwohl Borrelien auch in Zecken anderer 21 Gattungen, Flöhen, Fliegen und Moskitos nachgewiesen wurden, scheint die Vektorkompetenz dieser Arthropoden unklar und von geringer Bedeutung, da keine Übertragung auf neue Wirte nachgewiesen werden konnte. Zecken können Borrelien während der Blutmahlzeit an infizierten Wirten oder durch co-feeding aufnehmen. Die Weitergabe der Erreger erfolgt transstadial (GREENE u. STRAUBINGER, 2006). Es scheint auch eine transovariale Übertragung möglich zu sein, da experimentell gezeigt wurde, dass nüchtern gefangene Larven in der Lage sind, Borrelien auf neue Wirte zu übertragen (HAMMER et al., 2002). Borrelien exprimieren verschiedene Oberflächenproteine (Osps). In nüchternen Zecken befinden sich die Erreger im Darm und exprimieren vor allem Osp-A. Dieses Protein ist wichtig für die Anheftung der Spirochaeten an den Epithelzellen des Zeckendarmes. Während des Saugaktes wird durch Temperatur- und pH-Änderungen in der Zecke die Expression von Osp-A herunterreguliert und vermehrt Osp-C exprimiert. Die Borrelien migrieren vom Darm zu den Speicheldrüsen und werden mit dem Speichel auf den neuen Wirt übertragen. Osp-C ermöglicht sowohl die Anheftung der Erreger an die Speicheldrüsenzellen in der Zecke als auch an Gewebe des neuen Wirtes (LITTMAN, 2003; GREENE u. STRAUBINGER, 2006). Eine Übertragung der Borrelien kann bereits innerhalb der ersten 24 Stunden nach Beginn der Blutmahlzeit erfolgen (PIESMAN et al., 1987; KAHL et al., 1998). 1.2.4.3. PATHOGENESE Nach erfolgter Inokulation der Bakterien in die Haut des Wirtstieres breiten sich die Borrelien von der Stichstelle ausgehend in der Haut aus (GREENE u. STRAUBINGER, 2006). Die Erreger migrieren aktiv in angrenzendes Gewebe wie Lymphknoten, Faszien, Muskelgewebe und Gelenkskapseln. Seltener gelangen sie, möglicherweise mit dem Blutstrom, auch in parenchymatöse Organe (HOVIUS, 2005). Einmal im Körper des Wirtes, fungieren die Erreger als ständiges Pathogen. Klinisch manifeste Erkrankungen entstehen nicht durch die Spirochaeten selbst, sondern resultieren aus Entzündungsreaktionen der körpereigenen Immunantwort (GREENE u. STRAUBINGER, 2006). Borrelien verfügen über verschiedene Mechanismen, um der Immunabwehr oder einer Behandlung mit Antibiotika zu entgehen und im Körper des Wirtes zu persistieren. Sie sind in der Lage, durch Expression verschiedener Osps ständig ihre Oberfläche zu verändern. Neben dieser antigenetischen Variabilität können sie auch ihre gesamte Gestalt verändern. Unter für die Erreger ungünstigen Bedingungen entstehen unbewegliche Zystenformen, die 22 wieder in vegetative Zellen umgewandelt werden können (ALBAN et al., 2000; SKOTARCZAK, 2009). 1.2.4.4. KLINISCHE SYMPTOME Die Inkubationszeit der caninen Borreliose betrug nach experimenteller Infektion 2-5 Monate (STRAUBINGER et al., 1998). Die klinischen Symptome einer Infektion mit B. burgdorferi s. l. beinhalten eine erhöhte innere Körpertemperatur, Anorexie, Lymphadenomegalie und wechselnde Lahmheiten mit steifem Gang, Gelenksschwellungen und Gelenksschmerzen. Die erste betroffene Extremität ist üblicherweise jene, die der Stichstelle am nächsten liegt. Die Lahmheiten sind vorübergehend und können später, auch an anderen Gliedmaßen, wiederkehren (STRAUBINGER et al., 1998; HOVIUS, 2005; GREENE u. STRAUBINGER, 2006). Des Weiteren wurden verschiedene Organmanifestationen mit einer Borrelien-Infektion in Verbindung gebracht. Eine Involvierung der Nieren, des Herzens und des Nervensystems wurde in einigen Fällen einer Infektion mit B. burgdorferi s. l. zugeschrieben (LITTMAN, 2003; LITTMAN et al., 2006). Seropositive Hunde können Azotämie, Hämaturie, Proteinurie, periphere Ödeme, Körperhöhlenergüsse, Arrhythmien oder epileptiforme Anfälle zeigen (LITTMAN, 2003; GREENE u. STRAUBINGER, 2006). Allerdings konnten diese Organmanifestationen nach experimenteller Infektion nicht reproduziert werden (LITTMAN et al., 2006). 1.2.4.5. DIAGNOSE Weder klinische Symptome, noch hämatologische oder biochemische Veränderungen sind pathognom für eine Infektion mit B. burgdorferi s. l. (HOVIUS, 2005; GREENE u. STRAUBINGER, 2006). In Gelenksflüssigkeit erkrankter Hunde können entzündliche Veränderungen gefunden werden. Eine erhöhte Zellzahl mit vorwiegend neutrophilen Granulozyten, erhöhte Eiweisskonzentration und vermehrte Trübung können abweichende Befunde der Synovialflüssigkeit sein (GREENE u. STRAUBINGER, 2006). Die Verdachtsdiagnose der caninen Borreliose basiert auf vorangegangener Zeckenexposition in endemischen Gebieten, kompatiblen klinischen Symptomen, Abklärung/Ausschluss anderer Differentialdiagnosen/Ursachen und Ansprechen auf die Therapie (LITTMAN et al., 2006). 23 Ein indirekter Erregernachweis (Antikörpernachweis) kann mittels ELISA (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay), IFA (Indirect Fluorescent Antibody Assay) oder Western-Blot (Immunoblot) erfolgen. Eine Serokonversion erfolgt in den meisten Fällen vor dem Einsetzen klinischer Symptome (SPECK et al., 2007), nach experimenteller Infektion konnten die ersten Antikörper zwischen 50 und 90 Tagen p. i. nachgewiesen werden (STRAUBINGER et al., 1998). Ein positiver oder steigender Antikörpertiter beweist allerdings nur eine vorangegangene Exposition gegenüber Spirochaeten, und nicht, dass Borrelien die Ursache einer momentanen klinischen Erkrankung sind (GREENE u. STRAUBINGER, 2006; SPECK et al., 2007). Aufgrund einer einmaligen serologischen Untersuchung kann eine Diagnose nicht gestellt werden, da asymptomatische Hunde fortdauernd Antikörper produzieren und jahrelang hohe Titer vorliegen können (LITTMAN, 2003; HOVIUS, 2005). Zwischen den Antigenen von B. burgdorferi s. l. und anderen Bakterien, wie z. B. Leptospira spp. oder Treponema spp. können Kreuzreaktionen auftreten (LESCHNIK et al., 2010). Ein direkter Erregernachweis kann mittels Dunkelfeldmikroskopie, PCR oder In-VitroKultivierung erfolgen. Als Untersuchungsmaterial eignet sich Haut oder anderes kollagenreiches Gewebe (STRAUBINGER et al., 1998; GREENE u. STRAUBINGER, 2006). 1.2.4.6. SEROPRÄVALENZ Die Seroprävalenz der caninen Borreliose wurde in einigen europäischen Ländern ermittelt. In Österreich konnte eine Seroprävalenz von 59 % festgestellt werden (LESCHNIK u. KIRTZ, 2001). In Deutschland betrug der Anteil an seropositiven Hunden 35,5 % (WEBER et al., 1991), in Polen 40,2 % (SKOTARCZAK et al., 2005) und in der Slovakei 50 % (ŠTEFANČÍKOVÁ et al., 1998). Deutlich niedrigere Seroprävalenzen wurden in Schweden mit 3,9 % (EGENVALL et al., 2000a), in Kroatien mit 5 % (TURK et al., 2000) und in Tschechien mit 6,5 % (PEJCHALOVÁ et al., 2006) ermittelt. Bei Untersuchungen in Spanien lag die Seroprävalenz zwischen 0,6 % und 21 % (DELGADO u. CARMENES, 1995; SOLANO-GALLEGO et al., 2006). 24 1.2.5. FRÜHSOMMER-MENINGO-ENCEPHALITIS (FSME) 1.2.5.1. ERREGER TAXONOMIE Die FSME wird durch ein neurotropes Arbovirus (arthropod-borne virus) verursacht. Das FSME-Virus (FSMEV, Tick-borne encephalitis virus, TBEV) gehört taxonomisch zur Gattung Flavivirus aus der Familie der Flaviviridae (KUNZ, 1994; SÜSS et al., 1994; LABUDA u. NUTTALL, 2004). Man kann drei Subtypen des FSMEV unterscheiden: den europäischen, den fernöstlichen und den sibirischen Untertyp (LABUDA u. NUTTALL, 2004). MORPHOLOGIE Das FSMEV ist ein annähernd kugelförmiges RNA-Virus mit einem Durchmesser von 40-60 nm (LABUDA u. NUTTALL, 2004). Es besitzt eine Lipidhülle, in der zwei Proteine eingelagert sind, das Membranprotein und das Hüllprotein. Letzteres ragt aus der Membran hervor und vermittelt die Bindung des Virus an die Zielzelle. Es ist außerdem hauptverantwortlich für die Antikörperbildung (HOFMANN, 1994). VERBREITUNG UND WIRTSSPEKTRUM Das FSMEV kommt in weiten Teilen Asiens und mit Ausnahme von Großbritannien, Irland, den Beneluxstaaten und der iberischen Halbinsel in allen Ländern Europas vor. In Österreich befinden sich mehrere Hoch-Endemiegebiete, zu denen auch Teile des Burgenlands entlang der ungarischen Grenze zählen (SÜSS, 2003). Als Reservoirwirte und Infektionsquelle für Zecken dienen vor allem wildlebende Kleinsäuger wie Mäuse, Igel und Maulwürfe (KIRTZ, 1999; SÜSS, 2003). Studien in Österreich ermittelten in Wald- und Rötelmaus eine Virusprävalenz von 47,9 % bzw. 29,4 % (LABUDA et al., 1993). Größere Wirtstiere wie Wildwiederkäuer, Wildschweine, Füchse und Zugvögel tragen hauptsächlich zur Verbreitung infizierter Zecken bei. Zu den Haussäugetieren, die das FSMEV beherbergen können, zählen neben dem Hund auch Pferd, Rind, Schaf und Ziege (HOFMANN, 1994; KIRTZ, 1999; SÜSS, 2003). FSME-Erkrankungen wurden bei Hunden, Pferden, Affen, wild lebenden Wiederkäuern und dem Menschen beschrieben (TIPOLD u. VANDEVELDE, 2006). Berichte über Erkrankungen beim Hund in Mitteleuropa liegen aus Österreich, Deutschland, der 25 Schweiz und Tschechien vor (TIPOLD, 1993; WEISSENBÖCK u. HOLZMANN, 1997; REINER u. FISCHER, 1998; KLIMES et al., 2001; LESCHNIK et al., 2008a). Die Infektionsrate von I. ricinus mit dem FSMEV beträgt in Mitteleuropa je nach Region zwischen 0,1 % und 5 % (KUNZ, 1994; SÜSS et al., 2002). 1.2.5.2. ÜBERTRAGUNG Das FSMEV wird durch Zecken der Gattung Ixodes übertragen, für den europäischen Subtyp gilt I. ricinus als Hauptüberträger (SÜSS, 2003). Zecken können das Virus während des Saugaktes an einem virämischen Wirtstier oder durch co-feeding aufnehmen (LABUDA et al., 1993; LABUDA et al., 1997; REINER u. FISCHER, 1998). In der Zecke vermehrt sich das FSMEV in zahlreichen Organen einschließlich der Speicheldrüsen (KUNZ, 1994). Der Erreger wird transstadial und transovarial weitergegeben und bei der nächsten Blutmahlzeit mit dem Speichel auf einen neuen Wirt übertragen. Eine einmal infizierte Zecke bleibt lebenslang Virusträger und fungiert somit sowohl als Vektor als auch als Erregerreservoir (KAHL, 1994; SÜSS, 2003). Eine Übertragung kann neben dem Zeckenstich auch durch die Aufnahme/Verfütterung frischer Milch und nicht pasteurisierter Milchprodukte erfolgen, da infizierte Rinder, Ziegen und Schafe selbst nicht erkranken, aber das Virus mit der Milch ausscheiden (KRAUSS et al., 2004). Das FSMEV wird sofort nach dem Zeckenstich, innerhalb der ersten Minuten der Blutmahlzeit, auf den neuen Wirt übertragen. Während der ersten drei Tage des Blutsaugens steigt allerdings die Virusmenge im Zeckenspeichel um das 10-100fache an (ALEKSEEV u. CHUNIKHIN, 1990; HOFMANN, 1994). 1.2.5.3. PATHOGENESE Nach erfolgter Übertragung befällt das Virus Zellen des neuen Wirtes und vermehrt sich an der Infektionsstelle und in den regionalen Lymphknoten. Über den Blut- und Lymphweg werden die Erreger im ganzen Organismus verteilt und infizieren weitere Wirtszellen. Erreicht die Virusmenge im Blut eine gewisse Höhe, so kann das Virus über die Blut-Hirn-Schranke auf das Gehirn und die Meningen übertreten (HOFMANN, 1994). Das FSMEV besitzt einen ausgeprägten Tropismus zu Nervenzellen. Befallene Neuronen gehen nach der Virusreplikation zugrunde und werden phagozytiert. Es entsteht eine nicht–eitrige Meningoenzephalitis mit Nervenzellnekrosen, Neuronophagie und 26 Gliazellproliferation. Die entzündliche Reaktion ist durch perivaskuläre, mononukleäre Zellinfiltrate aus Lymphozyten, Makrophagen und Plasmazellen gekennzeichnet. Betroffene Bereiche sind vor allem der Hirnstamm, aber auch Groß- und Kleinhirnrinde, Thalamus und die graue Substanz des Rückenmarks (WEISSENBÖCK u. HOLZMANN, 1997; REINER u. FISCHER, 1998; WEISSENBÖCK et al., 1998; MARIHART u. WEISSENBÖCK, 2002). 1.2.5.4. KLINISCHE SYMPTOME Die Inkubationszeit der FSME beim Hund wird auf 5-9 Tage geschätzt (LESCHNIK et al., 2002). Betroffene Tiere werden üblicherweise mit Fieber, Inappetenz, Wesensveränderungen und neurologischen Ausfallserscheinungen, die auf eine multifokale Erkrankung des Zentralnervensystems hindeuten, vorgestellt. Die meisten Hunde sind apathisch, manche aber auch übererregt und schreckhaft bis hin zu aggressiv. Neurologische Symptome können Gangstörungen wie Ataxien oder Lähmungen unterschiedlichen Grades, multiple Ausfälle der Kopfnerven, Hyperästhesie und epileptiforme Anfälle beinhalten. Die spinalen Reflexe können normal bis gesteigert oder abgeschwächt sein. Viele Hunde zeigen Hyperalgesie vor allem im Halsbereich, oder generalisierte Schmerzen (REINER u. FISCHER, 1998; KIRTZ, 1999; LESCHNIK et al., 2002; TIPOLD, 2002; LESCHNIK et al., 2008c). Untersuchungen des Liquor cerebrospinalis erkrankter Hunde zeigen eine Pleozytose mit überwiegend Lymphozyten, Monozyten und Plasmazellen, sowie eine erhöhte Proteinkonzentration. Untersuchungen des Blutbildes geben keine charakteristischen Befunde, es kann sowohl eine Leukopenie, Leukozytose oder physiologische Leukozytenzahl festgestellt werden. Weitere hämatologische und blutchemische Befunde zeigen meist keine Abweichungen (TIPOLD, 1993; REINER u. FISCHER, 1998; LESCHNIK et al., 2008c). 1.2.5.5. DIAGNOSE Die Verdachtsdiagnose FSME kann aufgrund anamnestischer Erhebungen (Zeckenexposition in einem FSME-Endemiegebiet) und der klinischen Symptomatik mit meist rasch progressivem Verlauf gestellt werden. Entzündliche Veränderungen des Liquor cerebrospinalis erhärten den Verdacht auf das Vorliegen einer FSME (TIPOLD, 1993; LESCHNIK et al., 2002). 27 Mittels serologischer Methoden kann der indirekte Erregernachweis im Blut und in Cerbrospinalflüssigkeit erfolgen. Der genaue Zeitpunkt der Serokonversion ist bei Hunden nicht bekannt, nach experimenteller Infektion von Füchsen konnten bereits am 8. Tag p. i. Antikörper nachgewiesen werden (RADDA et al., 1968). Das Vorliegen eines hohen spezifischen Immunglobulingehaltes im Liquor cerebrospinalis kann bei entsprechender klinischer Symptomatik die Verdachtsdiagnose erhärten. Unspezifische intrathekale Antikörperbildung kann jedoch zu falsch positiven Resultaten führen. Eine einmalig positive Serumprobe beweist keine Erkrankung, sondern kann auch Folge einer Serokonversion nach klinisch inapparenter Infektion sein. Bei signifikantem Titeranstieg paariger Serumproben liegt eine akute Infektion vor (REINER u. FISCHER, 1998; KIRTZ, 1999; TIPOLD, 2002). Ein direkter Erregernachweis kann während der Virämie mittels PCR in Blut, später in Cerebrospinalflüssigkeit und Gewebe infizierter Hunde erfolgen, jedoch ist diese Nachweismethode aufgrund der raschen Virusclearance zumeist negativ (LESCHNIK et al., 2002). Post mortem ist der Antigennachweis im Gehirn mit immunhistologischen Untersuchungstechniken möglich (TIPOLD, 1993; WEISSENBÖCK et al., 1998). Aufgrund der charakteristischen neuropathologischen Veränderungen gilt ein entsprechendes histologisches Bild auch ohne Antigennachweis als beweisend für die Diagnose einer FSME (WEISSENBOCK et al., 1998; TIPOLD, 2002). 1.2.5.6. SEROPRÄVALENZ Serologische Untersuchungen von 545 Hunden aus ganz Österreich ergaben eine FSMESeroprävalenz von 24 % (KIRTZ et al., 2003). Bei 518 Hunden aus Deutschland und der Schweiz konnte eine Durchseuchungsrate von 23 % festgestellt werden (MÜLLER, 1997). In Dänemark waren 38 (30,4 %) von 125 Hunden seropositiv (LINDHE et al., 2009) und in Norwegen konnte bei 317 untersuchten Hunden eine Seroprävalenz von 16,4 % ermittelt werden (CSÁNGÓ et al., 2004). In Tschechien lag der Anteil an seropositiven Hunden lediglich bei 3,3 %. In diese Untersuchung wurden 151 Hunde einbezogen (KLIMES et al., 2001). 28 2. MATERIAL UND METHODEN 2.1. UNTERSUCHUNGSZEITRAUM Als Untersuchungszeitraum wurden 13 Monate von Februar des ersten Jahres bis Februar des Folgejahres definiert. Es nahmen 90 Hunde aus dem Bezirk Neusiedl am See (Burgenland, Österreich) an dieser Studie teil. Die Dauer von einem Jahr wurde festgesetzt, um sowohl die Frühjahrs- als auch die Herbstaktivität der Zecken in diesem Gebiet zu untersuchen. 2.2. ZUSAMMENSTELLEN DER UNTERSUCHUNGSGRUPPE Durch Auslegen eines Informationsblattes (Abb. 1) wurden Hundebesitzer des Bezirks Neusiedl am See zur freiwilligen Mitarbeit aufgerufen. Um auch jagdlich geführte Hunde für diese Arbeit zu gewinnen, wurde in Zusammenarbeit mit dem Bezirksjägermeister die Jägerschaft des Bezirks direkt angesprochen (Abb. 2). 29 Sehr geehrte Hundebesitzer! Mein Name ist Andrea Feiler und ich habe im Oktober 2007 mein Studium der Veterinärmedizin abgeschlossen. Nun arbeite ich an einer wissenschaftlichen Studie über Zeckenbefall, Zeckenprophylaxe und durch Zecken übertragbare Krankheiten bei Hunden. Dazu benötige ich 90 Hundebesitzer, die mit ihren Hunden an dieser Studie teilnehmen möchten. Es soll untersucht werden, welche Zeckenarten es im Nordburgenland gibt und wie groß die Gefahr einer Übertragung von Krankheitserregern (Babesien, Anaplasmen, FSME-Viren) bei Hunden ist. Vor, während und nach der Zeckensaison sollen die Hunde klinisch untersucht werden, um deren Gesundheitszustand zu ermitteln, und durch 3 Blutproben soll in Erfahrung gebracht werden, ob Kontakt mit einem der Krankheitserreger stattgefunden hat und Antikörper gebildet wurden. Parallel dazu sollen bei Befall der Hunde mit Zecken diese abgenommen und gesammelt werden, um sie zu bestimmen und auf Erregerhältigkeit zu untersuchen. Weiters soll der Einfluß von Mitteln zur Zeckenprophylaxe auf den Zeckenbefall und die Antikörperbildung nach möglicher Infektion abgeklärt werden. Die Vorteile für Sie und Ihren Hund: Sie erhalten alle bei den klinischen Untersuchungen und Blutuntersuchungen erhobenen Befunde und sind so laufend über den Gesundheitszustand Ihres Tieres informiert. Alle Zecken, die Sie Ihrem Hund während der Zeckensaison abnehmen, werden genau bestimmt und auf Erregerhältigkeit untersucht. Bei Interesse und/oder weiteren Fragen stehe ich Ihnen gerne zur Verfügung. Mag. Andrea Feiler Abb. 1: Informationsblatt zwecks Aufrufs zur Mitarbeit 30 Sehr geehrte Jagdhundebesitzer! An der auf dem Informationsblatt vorgestellten Studie sollen 45 Jagdhunde aus dem Bezirk Neusiedl/See teilnehmen. Diese werden in 3 Gruppen geteilt, wobei eine Gruppe aus Hunden bestehen soll, deren Besitzer keine Zeckenprophylaxemittel (Halsbänder, Sprays, Spot-on Präparate) anwenden, bei den Hunden der zweiten und dritten Gruppe sollen zwei Präparate (Exspot, Frontline) kontrolliert angewendet werden. Um aussagekräftige Ergebnisse zu erzielen, sollten aus jeder Gemeinde sowohl Hundebesitzer, die Zeckenprophylaxemittel verwenden, als auch solche, die deren Anwendung unterlassen, an dieser Studie teilnehmen. Ich hoffe auf Ihr Interesse und Ihre Mithilfe und stehe Ihnen bei weiteren Fragen gerne zur Verfügung. Mag. Andrea Feiler Abb. 2: ergänzendes Informationsblatt zwecks Aufrufs der Jäger zur Mitarbeit 31 2.2.1. EINSCHLUSSKRITERIEN Freiwillige Mitarbeit und Kooperation der Hundebesitzer Aufenthalt des Hundes im Burgenland und grenznahem Ungarn (im Komitat GyőrMoson-Sopron) während des Untersuchungszeitraumes Bereitschaft der Besitzer, während der nachfolgenden Zeckensaison bestimmte Akarizida nach Herstellerangaben anzuwenden oder die Anwendung jeglicher Zeckenprophylaxemittel zu unterlassen Bereitschaft der Besitzer, den Zeckenbefall ihrer Hunde zu dokumentieren und die entfernten Zecken tiefgefroren für die weiteren Untersuchungen aufzubewahren Regelmäßige Spaziergänge im Freien Bereitschaft der Besitzer, die drei Untersuchungen und Blutabnahmen an ihren Hunden durchführen zu lassen 2.2.2. AUSSCHLUSSKRITERIEN Jegliche Akarizidbehandlung der Hunde innerhalb von 3 Monaten vor Studienbeginn Ein Alter von unter sechs Monaten, da bei diesen Tieren während des Untersuchungszeitraumes Veränderungen der Körperhöhe zu erwarten gewesen wären Schwerwiegende akute oder chronische Erkrankungen, die zu einer Einschränkung des täglichen Spazierengehens oder des jagdlichen Gebrauchs geführt hätten chronische Hauterkrankungen, die die korrekte Anwendung und Wirkung von Akariziden in Frage gestellt hätten trächtige oder möglicherweise trächtige Hündinnen Alle Hunde wurden vor Studienbeginn klinisch untersucht. Es wurden nur jene Tiere in die Studie aufgenommen, die keine klinischen Anzeichen einer akuten Herz-Kreislauf- oder Lungenerkrankung, einer Erkrankung des Urogenital- oder Gastrointestinaltraktes, kein akut schmerzhaftes Abdomen und keine neurologischen Symptome zeigten. Dadurch sollten eine Beeinträchtigung der täglichen Spaziergänge der Haus- und Begleithunde oder der jagdlichen Nutzung der jagdlich geführten Hunde und eine damit einhergehende Einschränkung der natürlichen Zeckenexposition durch schwerwiegende Erkrankungen ausgeschlossen werden. Hunde, die klinische Anzeichen einer chronischen Hauterkrankung zeigten, wurden nicht in die Studie aufgenommen, da bei diesen Tieren die Möglichkeit der korrekten Anwendung und optimalen Wirkung von topischen Akariziden nicht sichergestellt war. 32 Um klinisch inapparente Infektionen und Erkrankungen weitgehend ausschließen zu können, wurden die Blutparameter Hämatokrit (%), Totalprotein (g/l), Kreatinin (U/l), Alanin-AminoTransferase (U/l), Leukozytenzahl und Thrombozytenzahl bei jedem Hund ermittelt. Alle teilnehmenden Hundebesitzer füllten einen Erhebungsbogen aus, der folgende Daten enthielt: Besitzerdaten, Nationale des Hundes, Impfstatus, Erkrankungen und Dauertherapien, Herkunft des Hundes, sowie geographische Angaben bezüglich gewohnter Spaziergänge mit dem Hund. 2.3. MATERIAL 2.3.1. GRUPPENEINTEILUNG Es wurden 3 Gruppen zu je 30 Hunden gebildet: Gruppe A diente als unbehandelte Kontrollgruppe, in der während des Untersuchungszeitraumes auf jegliche Akarizidbehandlung verzichtet wurde. In Gruppe B schützten die Besitzer ihre Hunde während der Zeckensaison durch 65 % Permethrin spot-on (Exspot®, Fa. Essex, Deutschland), bei Tieren unter 15 kg Körpergewicht wurde die 1 ml Lösung und bei Tieren über 15 kg Körpergewicht wurde die 2 ml Lösung angewendet. Als Anwendungsrichtlinie wurde der Beipacktext des Herstellers herangezogen. In Gruppe C diente 10 % Fipronil spot-on (Frontline®, Fa. Merial, Frankreich) als Zeckenprophylaxemittel, je nach Gewicht der Tiere wurden Pipetten zu 0,67 ml (bis 10 kg Körpergewicht), Pipetten zu 1,34 ml (10 bis 20 kg Körpergewicht) und Pipetten zu 2,68 ml (20 bis 40 kg Körpergewicht) verwendet. Als Anwendungsrichtlinie wurde der Beipacktext des Herstellers herangezogen. In den Gruppen B und C erklärten sich die teilnehmenden Hundebesitzer bereit, ausschließlich die jeweiligen Akarizida nach Herstellerangaben anzuwenden und das Datum der Anwendungen schriftlich festzuhalten. Tabelle 2 gibt einen Überblick über die in dieser Studie angewendeten Akarizida. Durch die Verwendungsart der Hunde wurde jede Gruppe noch einmal unterteilt: je 15 Hunde wurden jagdlich genutzt, die anderen 15 waren Haus- oder Begleithunde. 33 Tab. 2: Wirkstoffe, Art der Anwendung und Wirkungsprinzip ausgewählter Akarizida (UNGEMACH, 2006; BLAGBURN u. DRYDEN, 2009). Handelsname Wirkstoff Wirkstoffgruppe Formulierung Art der Wirkung Wirkungsmechanismus Exspot® Permethrin Pyrethroid Spot-on akarizid und repellierend führt zu einer langandauernden Öffnung von Na+-Kanälen an der Nervenmembran Frontline® Fipronil Phenylpyrazol Spot-on akarizid Blockade von GammaAminobuttersäure gesteuerten und glutamataktivierten Chloridkanälen 2.3.2. NATIONALE 2.3.2.1. RASSE Von den 90 teilnehmenden Hunden waren 74 reinrassig, bei 16 Tieren handelte es sich um Mischlinge (Tabelle 3). Tab. 3: Rassenverteilung innerhalb der Gruppen GRUPPE A Haus- oder Begleithunde Rasse Anzahl Golden Retriever 3 1 Großer Münsterländer 1 Kleiner Münsterländer Deutscher Schäfer 1 Magyar Vizsla 1 Border Collie 1 Riesenschnauzer 1 Springer Spaniel 1 Boxer 1 Schäfermischling 2 Dobermannmischling 1 Border Colliemischling 1 jagdlich genutzte Hunde Rasse Anzahl Deutsch Kurzhaar 5 4 Deutsch Drahthaar 2 Magyar Vizsla Kleiner Münsterländer 1 Rauhhaardackel 1 Flat Coated Retriever 1 Deutsch Kurzhaarmischling 1 34 GRUPPE B Haus- oder Begleithunde Rasse Anzahl Deutscher Schäfer 2 Deutsch Kurzhaar 1 Golden Retriever 1 Großer Münsterländer 1 Rottweiler 1 Slowakischer Kuvasz 1 American Staffordshire Terrier 1 Deutsche Dogge 1 Schäfermischling 2 Labradormischling 2 Terriermischling 1 Berner Sennenhundmischling 1 jagdlich genutzte Hunde Rasse Anzahl Deutsch Drahthaar 4 Deutsch Kurzhaar 3 Großer Münsterländer 2 Deutscher Jagdterrier 2 Deutsch Langhaar 1 Flat Coated Retriever 1 Labrador Retriever 1 Pudel Pointer 1 GRUPPE C Haus- oder Begleithunde Rasse Deutsch Kurzhaar Golden Retriever Border Collie Rauhhaardackel Rottweiler Puli Berner Sennenhund Grönendale Kanadischer Schäfer Labradormischling Terriermischling Pekingesemischling Chihuahuamischling Dackelmischling Anzahl 2 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 jagdlich genutzte Hunde Rasse Anzahl Deutsch Drahthaar 9 Deutsch Langhaar 2 Deutsch Kurzhaar 1 Kleiner Münsterländer 1 Deutscher Jagdterrier 1 Labrador Retriever 1 35 2.3.2.2. GESCHLECHT 58 weibliche und 32 männliche Hunde nahmen an dieser Studie teil (Tabelle 4). Tab. 4: Geschlechtsverteilung GRUPPE A Anzahl 15 5 10 0 Geschlecht weiblich weiblich kastriert männlich männlich kastriert GRUPPE B Anzahl 13 8 6 3 GRUPPE C Anzahl 12 5 12 1 GESAMT Anzahl 40 18 28 4 2.3.2.3. ALTER Der jüngste Teilnehmer war zu Beginn dieser Untersuchung 6 Monate alt und der älteste 12 Jahre und 10 Monate (Abbildung 3). 16 GRUPPE C 14 GRUPPE B 4 Anzahl Hunde 12 GRUPPE A 4 10 6 8 6 4 3 6 2 4 2 4 2 0 2 5 6 1 Abb. 3: Altersverteilung 4 3 4 4 5 3 1 1 1 2 2 3 2 2 1 1 2 36 2.3.2.4. KÖRPERHÖHE Die Schulterhöhe der Hunde betrug zwischen 20 cm und 71 cm, eine Unterteilung erfolgte in kleine (≤ 30 cm Schulterhöhe), mittelgroße (> 30 cm bis ≤ 60 cm Schulterhöhe) und große (> 60 cm Schulterhöhe) Hunde (Tabelle 5). Tab. 5: Größenverteilung Körperhöhe ≤ 30cm > 30 cm bis ≤ 60 cm > 60 cm GRUPPE A Anzahl 1 18 11 GRUPPE B Anzahl 1 14 15 GRUPPE C Anzahl 3 13 14 GESAMT Anzahl 5 45 40 2.3.2.5. HAARLÄNGE Um einen Zusammenhang zwischen dem Haarkleid und dem Zeckenbefall herstellen zu können, wurden die Hunde nach Rassedefinition in langhaarig, drahthaarig und kurzhaarig eingeteilt (Tabelle 6). Tab. 6: Haarlänge Haarlänge langhaar drahthaar kurzhaar GRUPPE A Anzahl 13 7 10 GRUPPE B Anzahl 12 6 12 GRUPPE C Anzahl 13 10 7 GESAMT Anzahl 38 23 29 37 2.3.3. ZECKEN Alle Besitzer wurden angewiesen, bei Zeckenbefall ihrer Hunde die festsitzenden Zecken vorsichtig zu entfernen und einzeln in Eppendorf-Tubes tiefgefroren aufzubewahren. Die Tubes wurden mit fortlaufenden Nummern unter Angabe des jeweiligen Datums, wann die Parasiten entdeckt und entfernt wurden, beschriftet, und die Stichstelle jeder Zecke auf einem Hundeprofil vermerkt (Abbildung 4). NR:__________ DATUM:______________ ORT:_______________________________________________________________________ TAGESZEIT:________________________________________________________________ oben unten Abb. 4: Hundeprofil Alle von den Hundebesitzern entfernten Zecken wurden eingesammelt und gezählt. Unter dem Stereomikroskop erfolgte die Bestimmung der Parasiten nach ihren äußerlichen Merkmalen bezüglich Art, Entwicklungsstadium und Geschlecht nach dem Schlüssel von Babos (1964). Aufgrund der hohen Anzahl an Zecken und begrenzter finanzieller Mittel wurde keine Untersuchung auf Erregerhältigkeit der Zecken durchgeführt. Um einen möglichen Zusammenhang zwischen Befallsstelle und Fellfarbe herstellen zu können, wurde jeder Hund stehend von links und von rechts fotografiert. 38 2.4. METHODEN 2.4.1. BLUTABNAHMEN Im Untersuchungszeitraum wurde den Hunden dreimal durch Punktion der Vena cephalica Blut entnommen. Im Winter, vor der bekannten Zeckensaison, erfolgten zwischen 24.02. und 29.03. die ersten Blutabnahmen. Im Hochsommer, während relative Zeckenruhe herrscht, wurde zwischen 19.06. und 04.08. den 90 Hunden ein zweites Mal Blut entnommen. Nach der Zeckensaison, wieder während der kalten Jahreszeit, standen zur letzten Blutabnahme zwischen 08.01. und 14.02. des Folgejahres nur mehr 86 Hunde zur Verfügung. Drei Tiere waren vor der dritten Blutabnahme verstorben und ein Hundebesitzer zeigte sich nicht mehr kooperativ. Für die Blutabnahmen lag eine Tierversuchsgenehmigung gemäß Tierversuchsgesetz vor (Bewilligungsnummer 68205/25-II/10b/2010). 2.4.2. BLUTUNTERSUCHUNGEN Alle Blutproben wurden auf das Vorhandensein von Antikörpern gegen A. phagocytophilum, B. canis, B. burgdorferi s. l. und FSMEV untersucht. Die ersten Blutproben wurden getestet, um die Seroprävalenz der Antikörper gegen die vier Erreger in dieser Hundepopulation zu ermitteln, die weiteren Blutproben, um im Untersuchungszeitraum stattgefundene Reaktionen des Immunsystems gegenüber den Erregern feststellen zu können. Eine molekularbiologische Untersuchung auf B. canis-DNA und A. phagocytophilum-DNA mittels PCR erfolgte bei allen Proben der ersten und letzten Blutabnahme. Damit sollte zu diesen Zeitpunkten eine Erregerfreiheit der Studienteilnehmer überprüft werden, um chronische Babesien- oder Anaplasmen-Infektionen ausschließen zu können und um keine akuten Infektionen kurz vor Studienende zu übersehen. Bei den im Sommer entnommenen Proben wurde das Blut von 25 Hunden auf A. phagocytophilum-DNA und von 4 Hunden auf B. canis-DNA untersucht. Dies waren jene Hunde, die 14 Tage vor der zweiten Blutentnahme Zeckenbefall aufwiesen oder eine Infektion mit einem der beiden Erreger zwischen zweiter und dritter Blutentnahme durchgemacht hatten. Sowohl bei der zweiten als auch bei der dritten Blutentnahme wurden die Hunde zur Überprüfung ihres Gesundheitszustandes auf Besitzerwunsch klinisch untersucht und die Blutparameter Hämatokrit (%), Totalprotein (g/l), Kreatinin (U/l), Alanin-Amino-Transferase (U/l), Leukozytenzahl und Thrombozytenzahl ermittelt, um Hinweise auf etwaige subklinische 39 Infektionen oder Erkrankungen zu erhalten. Die Besitzer wurden über das Auftreten klinischer Symptome, durchgeführter Diagnostik und Therapie bezüglich möglicher Infektionen mit einem oder mehreren der vier Erreger oder anderer Erkrankungen und über ihren persönlichen Eindruck des generellen Gesundheitszustandes ihres Hundes befragt. 2.4.2.1. SEROLOGIE A. PHAGOCYTOPHILUM Der serologische Nachweis von spezifischen IgG-Antikörpern gegen A. phagocytophilum erfolgte mittels indirektem Immunofluoreszenztest (IFAT) (Megascreen®FLUOANAPLASMA ph. ad us. vet., Firma Megacor, Hörbranz, Österreich). Von den mit Phosphatpufferlösung (PBS) vorverdünnten Hundeseren wurden auf mit A. phagocytophilum infizierten Zellen beschichtete Objektträger jeweils 10 μl aufgetropft. Während einer Inkubationszeit von 30 Minuten bei 37°C wurde eine Antigen-Antikörperbindungsreaktion ermöglicht. Anschließend wurden die Objektträger mit PBS gewaschen, um nicht gebundene unspezifische Serumproteine abzuspülen. Nach Auftragen von einem Tropfen Anti-HundFITC-IgG-Konjugat auf jedes Antigenfeld folgte eine neuerliche Inkubationszeit von 30 Minuten bei 37°C, danach wurde überschüssiges Konjugat mit PBS abgespült. Die mittels Deckgläsern mit Eindeckmittel vor Austrocknung geschützten Antigenfelder wurden bei 500-facher Vergrößerung in einem Fluoreszenzmikroskop beurteilt und auf im positiven Falle grün-gelb leuchtende zytoplasmatische Einschlußkörperchen (Morulae) durchgemustert. Bei jedem Neuansatz wurden sowohl eine Positiv- als auch eine Negativkontrolle (Fa. Megacor) aufgetragen. Alle Serumproben wurden zuerst in der Verdünnung 1:50 getestet, bei positivem Resultat wurde mit den weiteren Verdünnungen (1:100 bis 1:1600) der betreffenden Probe ein neuer IFAT angesetzt. Eine Serokonversion oder eine mindestens vierfache Titererhöhung wurden als Infektion gewertet. 2.4.2.2. SEROLOGIE B. CANIS Die Untersuchung auf B. canis-IgG-Antikörper erfolgte mittels indirekter Immunofluoreszenz (IFAT), die mit B. canis–Antigen beschichteten Objektträger und Reagenzien wurden vom Institut für Parasitologie, Veterinärmedizinische Universität Wien, zur Verfügung gestellt. Die Hundeseren, Positiv- und Negativkontrollen wurden mit PBS in den Stufen 1:20 bis 1:10000 verdünnt und jeweils 25 μl der Verdünnung auf die Objektträger aufgetragen. Nach einer Inkubationszeit von 30 Minuten bei 37°C wurden die Antigenfelder mit PBS gewaschen. AntiHund-FITC-IgG-Konjugat (in der Verdünnung 1:30 mit PBS und versetzt mit geringsten 40 Mengen Evans Blue) wurde auf die Objektträger aufgetropft und diese für weitere 30 Minuten bei 37°C inkubiert. Anschließend wurde durch Waschen mit PBS überschüssiges Konjugat entfernt und die Objektträger mit 2 Tropfen eines PBS-Glycerin-Gemisches und Deckgläsern versehen. Die Auswertung erfolgte unter dem UV-Licht-Mikroskop mit 500-facher Vergrößerung. Bei deutlicher Fluoreszenz des Babesia canis-Antigens wurde die Probe in der jeweiligen Verdünnungsstufe als positiv beurteilt. Eine Serokonversion oder eine mindestens vierfache Titererhöhung wurden als Infektion gewertet. 2.4.2.3. SEROLOGIE B. BURGDORFERI S. L. Die serologische Untersuchung auf IgG-Antikörper gegen B. burgdorferi s. l. erfolgte mittels Immunoblot (MEGABLOT®IgG-Borrelia canis, Firma Megacor). Eine Vorverdünnung der Seren von 1+100 wurde hergestellt, indem 12 μl jeder Probe mit 1,2 ml IgGProbenverdünnungspuffer gemischt wurden. 1,2 ml der vorverdünnten Probe wurden mit einem Antigen-Streifen, dessen Membran elektrophoretisch aufgetrennte Proteine von Borrelia garinii enthielt, für 60 Minuten auf einem Kippschüttler inkubiert, um eine AntigenAntikörper-Bindung zu ermöglichen. Durch dreimaliges Waschen wurden nicht gebundene Serumkomponenten entfernt und anschließend 1 ml anti-canine IgG-Konjugat hinzugefügt. Während einer 30-minütigen Inkubation konnten die membrangebundenen AntigenAntikörper-Komplexe mit den zugesetzten anti-canine IgG-Antikörper reagieren. Ein weiterer Waschschritt diente zur Entfernung von nicht gebundenem Konjugat, dann wurde der Membran 1 ml chromogene TMB (Tetramethylbenzidin/Wasserstoffperoxidgemisch)- Substratlösung zugefügt, um gebundenes Konjugat sichtbar zu machen. Nach einer Inkubationszeit von 10 Minuten wurde die Reaktion durch Absaugen der Flüssigkeit gestoppt, jeder Streifen gewaschen, 5 Minuten inkubiert, und abermals gewaschen. Nach dem Trocknen wurden die gefärbten Antigenbanden jedes einzelnen Western-Blots beurteilt (Tabelle 7). 41 Tab. 7: Interpretationskriterien für den Western-Blot (Borrelien-Antigen): Bande (Molekulargewicht) derzeitig bekannte diagnostische Relevanz Punkte P 100 (93 kDa) hochspezifische Bande 5 75 kDa unspezifische Bande 0 66 kDa heat shock protein - unspezifisch 0 60 kDa unspezifische Bande 0 58 kDa bei Infektionen/Impfungen mit intensivem Antigenkontakt 3 Flagellin p 41 (41 kDa) spezifisch für Immunreaktion auf Spirochäten 1 BmpA (39 kDa) hochspezifische Bande 5 37 kDa fragliche Spezifität 0 OspA (32,5 kDa) hochspezifisch - v.a. nach Impfungen intensiv 3 OspC (22-23 kDa) hochspezifische Bande 5 18 kDa hochspezifische Bande bei Infektionen/Impfungen mit intensivem Antigenkontakt 5 Die Banden wurden mit der kitspezifischen Herstellerschablone identifiziert. Die Intensität jeder Bande wurde nach einer Skala von 0 bis 7 beurteilt, wobei 0 keiner optisch sichtbaren Bande entspricht und 7 einer besonders intensiven Bande. Als Grenzwert zur Beurteilung, ob eine Bande als positiv oder negativ gewertet werden konnte, wurde eine Intensität von 2 festgelegt. Diese Intensität entsprach der Kontrollbande auf der Herstellerschablone. Positive Banden wurden nach einem Punktesystem gewertet und addiert (Gesamtscore). Western-Blots mit einem Gesamtscore von 0-5 wurden als negativ, 6-9 als fraglich, und 10-27 als positiv gewertet. Ein Anstieg von negativ oder fraglich zu positiv oder ein Anstieg in mindestens 2 relevanten (hochspezifischen) Banden um mindestens zwei Intensitätseinheiten wurde als Infektion gewertet. Als relevante Banden galten P 100, BmpA, OspC und 18 kDa. 42 2.4.2.4. SEROLOGIE FSMEV Zum qualitativen Nachweis und zur quantitativen Bestimmung von spezifischen IgGAntikörpern gegen das FSMEV wurde ein Enzymimmunoassay (Enzygnost® Anti-FSMEVirus, Dade Behring, Marburg, Deutschland) verwendet. 10 μl jeder Serumprobe wurden mit 200 μl Probenpuffer gemischt, um eine Vorverdünnung von 1:21 herzustellen. Je 100 μl der Proben und der in gleicher Weise vorverdünnten Positiv- und Negativkontrollen (zur Verfügung gestellt von Invitro–Labor für veterinärmedizinische Diagnostik und Hygiene GmbH, Wien) wurden in die mit Antigen beschichteten Probenvertiefungen einer Testplatte pipettiert. Während einer Inkubationszeit von 30 Minuten bei 37°C konnten sich in den Proben enthaltene spezifische IgG-Antikörper an das Antigen binden. Nach einem Waschvorgang wurden in jede Vertiefung 100 μl Konjugat eingefüllt und es folgte eine Inkubation für 30 Minuten bei 37°C. Anschließend wurde überschüssiges, nicht an spezifische Antikörper gebundenes Konjugat durch Waschen entfernt und je 100 μl des vorher aus 10 Teilen Substratpuffer + 1 Teil Chromogen TMB hergestellten Substrats in die Plattenvertiefungen pipettiert. Unmittelbar danach folgte eine Inkubation unter Lichtschutz bei Raumtemperatur für 30 Minuten. Unter Bildung einer blauen Farbe setzte der Enzymanteil des Konjugats die Chromogen-Gebrauchslösung um. Durch Zugabe von 100 μl Stopplösung pro Vertiefung wurde diese Reaktion beendet und es erfolgte ein Farbumschlag nach gelb, wobei die Intensität der gebildeten Farbe zu der in der Probe enthaltenen Aktivität der spezifischen IgG-Antikörper proportional ist. Die Auswertung erfolgte durch photometrische Messung (450/650 nm) und die Quantifizierung in Enzygnost®-Einheiten (U/ml) durch Berechnung nach der α-Methode (Nominalwert: 1,05, Rechenwert für α:1,7342, für β:0,4816). Bei einem Wert von ≥ 20 Units wurde die Probe als positiv gewertet, eine Serokonversion oder eine Erhöhung um mindestens 20 Units wurden als Infektion gewertet. 2.4.2.5. DNA-EXTRAKTION Die DNA-Extraktion aus den EDTA-Blutproben wurde mit dem DNeasy Blood & Tissue Kit der Firma QIAGEN (Hilden, Deutschland) nach den Angaben des Herstellers durchgeführt. Für die Untersuchung auf A. phagocytophilum DNA wurden durch Erythrocyte lysis buffer PBMC-Pellets gewonnen. 43 2.4.2.6. PCR Es wurden 20 μl Master-Mix für jede Probe und je 20 μl Master-Mix für eine Positiv- und eine Negativ-Kontrolle hergestellt. In diesen wurden je 5 μl extrahierte DNA bzw. 2 μl Positivkontrolle pipettiert. Als Negativkontrolle (Leerwert) diente bei jedem Ansatz ein Master-mix ohne Zugabe von DNA. Im Thermocycler T-Gradient (Whatman Biometra) wurde die PCR mit den jeweiligen Temperaturprofilen (s.u.) durchgeführt. PCR B. canis: Master-Mix: Reagenzien Menge [μl] Konzentration Stammlösung Endkonzentration 12,375 5 0,5 1 1 0,125 7,5 mM MgCl2 10 mM je dNTP 10 pmol/μl 10 pmol/μl 5 U/μl 1,5 mM MgCl2 200 μM je dNTP 10 pmol 10 pmol 0,625 U H20 5x Green GoTaq®Reaction Buffer PCR Nucleotide Mix Primer BAB.C_for Primer BAB.C_rev GoTaq®DNA Polymerase Gesamtvolumen [μl] 20 Primerpaare: Forward Primer: BAB.C_for: 5` - CCG AAT TCT TTG TGA ACC TTA TCA - 3` Reverse Primer: BAB.C_rev: 5` - CGG GAT CCT TC(A,G) CTC GCC G(C,T)T ACT - 3` Positivkontrolle: B2551/06 Temperaturprofil: PCR-Schritt Temperatur Zeitdauer Zyklen Denaturieren 94°C 5 Minuten 1 Denaturieren Annealing Elongation Elongation Pause 94°C 56°C 72°C 72°C 4°C 30 Sekunden 30 Sekunden 1 Minute 7 Minuten unbegrenzt 37 1 44 PCR A. phagocytophilum: Master-Mix: Reagenzien Menge [μl] Konzentration Stammlösung Endkonzentration 13,375 5 7,5 mM MgCl2 1,5 mM MgCl2 0,5 0,5 10 mM je dNTP 25 pmol/μl 200 μM je dNTP 12,5 pmol 0,5 0,125 25 pmol/μl 5 U/μl 12,5 pmol 0,625 U H20 5x Green GoTaq®Reaction Buffer PCR Nucleotide Mix Primer Ehr_u_for Primer Ehr_ERB2_rev GoTaq®DNA Polymerase Gesamtvolumen [μl] 20 Primerpaare: Forward Primer: Ehr_u_for: 5` - GTT TGA TCC TGG CTC AGG A(C;T)(A,G,T) AAC G - 3` Reverse Primer: Ehr_ERB2_rev: 5`- CTC TCC CGG ACT CTA GTC TGG C - 3` Positivkontrolle: PBMC 11206/08 Temperaturprofil: PCR-Schritt Temperatur Zeitdauer Zyklen 94°C 96°C 66,8°C 72°C 72°C 5 Minuten 15 Sekunden 45 Sekunden 1 Minute 7 Minuten 1 4°C unbegrenzt Denaturieren Denaturieren Annealing Elongation Elongation Pause 30 1 2.4.2.7. ELEKTROPHORESE Die Analyse der PCR-Produkte erfolgte mittels Agarosegel-Elektrophorese. Zur Herstellung eines 2%igen Agarosegels wurden 1,3 g Agarose mit 67 ml 1xTBE-Puffer und 35 ml Millipore-Wasser in einem Erlenmeyer-Kolben vermengt. Das Gemisch wurde solange erhitzt, bis die Agarose vollständig geschmolzen war. Nach Abkühlen auf ca. 60°C wurden 0,5 μl Ethidiumbromid beigemengt und das flüssige Gel in den Gelträger gegossen. Nach ca. 60 Minuten wurde das ausgehärtete Gel befüllt. Der DNA-Marker (100 bp Leiter, Fa. Promega, Madison, USA) wurde mit Loading Dye versetzt und 15 μl in die erste Geltasche pipettiert. Die weiteren Slots wurden mit je 15 μl der PCR-Produkte bzw. Positiv- und Negativkontrolle befüllt. Die Elektrophorese wurde bei einer Spannung von 120 Volt mit 1xTBE-Puffer als Laufmittel durchgeführt. Die Auswertung erfolgte mittels digitaler Kamera, 45 UV-Transilluminator und Computer mit der Software GelWorks® (Fa. Ultraviolet Products, Großbritannien). 2.4.3. STATISTISCHE AUSWERTUNG Die statistische Auswertung erfolgte mittels Chi-Quadrat Test und T-Test. P-Werte von <0,05 wurden als signifikant, <0,01 als hoch signifikant und <0,001 als höchst signifikant angesehen. 46 3. ERGEBNISSE 3.1. ZECKENBEFALL Von den 90 Hundebesitzern wurden im Untersuchungszeitraum insgesamt 700 Zecken von ihren Tieren entfernt, fortlaufend nummeriert und einzeln in Eppendorf-Tubes tiefgefroren. Die nachfolgende Bestimmung ergab 650 adulte Parasiten und 50 Nymphen. Es konnten keine Larven identifiziert werden. Die erwachsenen Zecken setzten sich aus 564 weiblichen und 86 männlichen Exemplaren zusammen (Abbildung 5). 7,14% 12,29% weiblich männlich Nymphen 80,57% Abb. 5: Geschlechtsverteilung der gefundenen Zecken Die Bestimmung ergab ausschließlich Zecken der Familie Ixodidae, die Gattungen Ixodes, Dermacentor und Haemaphysalis konnten identifiziert werden (Tabelle 8). Tab. 8: Artverteilung der gefundenen Zecken Zeckenart Ixodes ricinus Ixodes hexagonus Ixodes canisuga Dermacentor reticulatus Haemaphysalis concinna Anzahl (%) 532 (76,00) 3 (0,43) 4 (0,57) 107 (15,29) 54 (7,71) 47 Von sieben verschiedenen Hunden konnten 32 Zecken der Art I. ricinus in Kopulation vom Wirt entfernt werden. Nymphen waren bei dieser Art seltener, bei I. hexagonus hingegen häufig. Bei I. canisuga wurden gleich viel Weibchen und Nymphen gefunden, bei D. reticulatus dagegen keine Nymphen (Tabelle 9). Tab. 9: Geschlechtsverteilung innerhalb der Zeckenarten I.ricinus weiblich männlich Nymphen I.hexagonus weiblich Nymphen I.canisuga weiblich Nymphen D.reticulatus weiblich männlich H.concinna weiblich männlich Nymphen Anzahl 532 465 41 26 3 1 2 4 2 2 107 70 37 54 26 8 20 % jeweilige Art 87,41 7,71 4,89 33,33 66,67 50,00 50,00 65,42 34,58 48,15 14,81 37,04 3.1.1. ZEITPUNKT Die Zeckensaison wurde in Frühjahrs- und Herbstsaison geteilt, wobei Zecken, die bis zum 31.07. entdeckt und entfernt wurden, zur Frühjahrssaison gezählt wurden, und alle Zecken, die ab dem 01.08. entdeckt und entfernt wurden, zur Herbstsaison gezählt wurden. Die Anzahl der dem Frühjahr zugeordneten Zecken war mit 505 (72,14%) deutlich höher als die der Zecken der Herbstsaison mit 195 (27,86%). Es konnten sowohl im Frühjahr als auch im Herbst adulte Zecken beiderlei Geschlechts, Zecken in Kopulation und Nymphen gesammelt werden (Tabelle 10). Die Entwicklungsstadien und die Geschlechtsverteilung in Bezug zur saisonalen Gesamtanzahl an Zecken stellten sich im Frühjahr ähnlich wie im Herbst dar (Tabelle 11). 48 Tab. 10: Entwicklungsstadien und Geschlechtsverteilung halbjährlich Entwicklungsstadium Adulte Nymphen Geschlecht weiblich männlich Anzahl gesamt 650 50 Anzahl Frühjahr (%) 466 (71,69) 39 (78,00) Anzahl Herbst (%) 184 (28,31) 11 (22,00) 564 86 406 (71,99) 60 (69,77) 158 (28,01) 26 (30,23) Tab. 11: Entwicklungsstadien und Geschlechtsverteilung in Bezug zur saisonalen Gesamtanzahl an Zecken weiblich männlich Nymphen gesamt Anzahl Frühjahr (%) 406 (80,40) 60 (11,88) 39 (7,72) 505 (100,00) Anzahl Herbst (%) 158 (81,03) 26 (13,33) 11 (5,64) 195 (100,00) Zecken der Arten I. ricinus, I. canisuga, D. reticulatus und H. concinna konnten sowohl im Frühjahr als auch im Herbst von den Hunden entfernt werden, Zecken der Art I. hexagonus konnten nur im Frühling gesammelt werden. Ein Befall mit männlichen Zecken der Art H. concinna konnte nur im Frühjahr festgestellt werden (Tabelle 12). 49 Tab. 12: Zeckenart- und Geschlechtsverteilung halbjährlich Art I.ricinus weiblich männlich Nymphen I.hexagonus weiblich Nymphen I.canisuga weiblich Nymphen D.reticulatus weiblich männlich H.concinna weiblich männlich Nymphen Anzahl gesamt 532 465 41 26 3 1 2 4 2 2 107 70 37 54 26 8 20 Anzahl Frühjahr (%) 391 (73,50) 346 (74,41) 28 (68,29) 17 (65,38) 3 (100,00) 1 (100,00) 2 (100,00) 2 (50,00) 1 (50,00) 1 (50,00) 60 (56,07) 36 (51,43) 24 (64,86) 49 (90,74) 22 (84,62) 8 (100,00) 19 (95,00) Anzahl Herbst (%) 141 (26,50) 119 (25,59) 13 (31,71) 9 (34,62) 0 (0,00) 0 (0,00) 0 (0,00) 2 (50,00) 1 (50,00) 1 (50,00) 47 (43,93) 34 (48,57) 13 (35,14) 5 (9,26) 4 (15,38) 0 (0,00) 1 (5,00) Die monatliche Aufschlüsselung des Zeckenbefalls zeigte Aktivitäten von Februar bis Dezember. Mit Beginn des Frühlings war im März ein deutlicher Anstieg des Zeckenbefalls erkennbar, der im April seinen Höhepunkt erreichte. In den heißen Sommermonaten Juni und Juli erfolgte ein Rückgang, der Anstieg zur Herbstsaison der Zecken begann im August und erreichte im September seinen Höhepunkt, der allerdings deutlich niedriger war als im Frühling. Ab November war wieder ein Abfall der Zeckenaktivität zu erkennen (Abbildung 6). Die einzelnen Befallszahlen pro Monat sowie die prozentuelle Verteilung sind dem Anhang zu entnehmen (Tabelle A1). 50 180 160 Anzahl Zecken 140 120 Nymphen männlich weiblich 100 80 60 40 20 0 Abb. 6: Zeckenbefall nach Monaten I. ricinus Zecken der Art I. ricinus konnten durchgehend von Februar bis Dezember von den Hunden entfernt werden. Im Frühjahr war ab März ein deutlicher Anstieg des Zeckenbefalls zu erkennen, der im Mai seinen Höhepunkt erreichte. In den Monaten Juni und Juli sinken die Befallszahlen wieder. Ab August begann mit steigender Zeckenaktivität die Herbstsaison, die im September ihren Höhepunkt erreichte, der allerdings deutlich niedriger war als im Frühjahr. Mit Beginn der kalten Jahreszeit war ab Oktober wieder ein Rückgang zu verzeichnen. Die einzelnen Befallszahlen pro Monat sowie die prozentuelle Verteilung sind dem Anhang zu entnehmen (Tabelle A2). I. hexagonus Ein Befall mit Zecken der Art I. hexagonus konnte ausschließlich in den Monaten März und April festgestellt werden, im März wurde eine Nymphe und im April jeweils ein weibliches Exemplar und eine Nymphe entdeckt und entfernt. 51 I. canisuga Ein Befall mit Zecken der Art I. canisuga konnte in den Monaten März, Juli, September und November festgestellt werden. Jeweils ein weibliches Exemplar wurde im März und im November, und jeweils eine Nymphe im Juli und September entdeckt und entfernt. D. reticulatus Die monatliche Aufschlüsselung des Befalls mit Zecken der Art D. reticulatus zeigt einen deutlichen biphasischen Verlauf. Die Frühjahrssaison umfasste die Monate März, April und Mai, die höchsten Befallszahlen konnten im April verzeichnet werden. Nach einer kompletten Zeckenruhe in den heißen Sommermonaten begann die Herbstaktivität im August und hatte ihren Höhepunkt im Oktober, allerdings konnte bis Dezember ein Befall mit D. reticulatus festgestellt werden. Die einzelnen Befallszahlen pro Monat sowie die prozentuelle Verteilung sind dem Anhang zu entnehmen (Tabelle A3). H. concinna Ein Befall mit Zecken der Art H. concinna konnte von März bis September festgestellt werden. Nach niedrigen Aktivitäten im März und April erfolgte im Mai ein Anstieg, der seinen Höhepunkt im Juni erreichte. Nach ebenfalls hohen Befallszahlen im Juli war im August ein deutlicher Rückgang zu erkennen. Die einzelnen Befallszahlen pro Monat sowie die prozentuelle Verteilung sind dem Anhang zu entnehmen (Tabelle A4). Die Abbildungen 7-9 zeigen den monatlichen Zeckenbefall der verschiedenen Zeckenarten. 52 Anzahl Zecken 160 140 Nymphen 120 männlich weiblich 100 80 60 40 20 0 Feb. März April Mai Juni Juli Aug. Sept. Okt. Nov. Dez. Abb. 7: Monatlicher Befall mit I. ricinus 40 Nymphen 35 männlich Anzahl Zecken 30 weiblich 25 20 15 10 5 0 Feb. März April Mai Juni Juli Aug. Sept. Okt. Nov. Dez. Abb. 8: Monatlicher Befall mit D. reticulatus Anzahl Zecken 20 18 Nymphen 16 männlich 14 weiblich 12 10 8 6 4 2 0 Feb. März April Mai Juni Abb. 9: Monatlicher Befall mit H. concinna Juli Aug. Sept. Okt. Nov. Dez. 53 3.1.2. HUNDE Abbildung 10 und Tabelle A5 (Anhang) geben einen Überblick über den Zeckenbefall der einzelnen Hunde, sowohl während der gesamten Zeckensaison von Februar bis Dezember als auch halbjährlich, geteilt in Frühjahrs- und Herbstsaison, wobei Zecken, die bis zum 31.07. entdeckt und entfernt wurden, zur Frühjahrssaison gezählt wurden, und alle Zecken, die ab dem 01.08. entdeckt und entfernt wurden, zur Herbstsaison gezählt wurden. Die Hunde Nr. 2 und Nr. 36 verstarben im Herbst ohne vorherigen Zeckenbefall aufgewiesen zu haben, vom Hund Nr. 26 wurden im August 4 Zecken entfernt, er verstarb im September. Der Besitzer des Hundes Nr. 81 zeigte sich bei der letzten Blutabnahme nicht mehr kooperativ, somit gibt es auch keine Informationen über einen möglichen Zeckenbefall dieses Hundes im Herbst. Dadurch standen für die Auswertungen der Frühjahrssaison die Daten aller 90 Hunde zur Verfügung, betreffend die Herbstsaison bzw. die gesamte Zeckensaison wurden die Daten von 86 Hunden ausgewertet. Die meisten Zecken wurden von den Hunden der Gruppe A entfernt, die Unterschiede im Zeckenbefall der einzelnen Hunde der verschiedenen Gruppen waren jedoch statistisch nicht signifikant. 90 Gruppe A Gruppe B Gruppe C 80 Herbst Frühjahr 70 50 54 Anzahl Zecken 60 40 30 20 10 0 1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41 43 45 47 49 51 53 55 57 59 61 63 65 67 69 71 73 75 77 79 81 83 85 87 89 Hunde Nr. 1-90 Abb. 10: Zeckenbefall Hunde Nr. 1-90 55 3.1.2.1. BEFALLSGRAD Die Zeckenbefallsintensität der einzelnen Hunde wurde in verschiedene Befallsgrade eingeteilt, wobei 0 Zecken dem Befallsgrad 0 (kein Befall), 1-3 Zecken dem Befallsgrad 1 (ggr. Befall), 4-10 Zecken dem Befallsgrad 2 (mgr. Befall), und mehr als 10 Zecken dem Befallsgrad 3 (hgr. Befall) entsprechen. Für die gesamte Zeckensaison wurden die Daten von jenen 86 Hunden ausgewertet, von denen Informationen über den Zeckenbefall während der gesamten Studiendauer zur Verfügung standen. Die Zeckenbefallsstärke der einzelnen Hunde wurde auch halbjährlich ausgewertet (Abbildung 11). Im Frühjahr standen die Daten von allen 90 Hunden zur Verfügung, im Herbst wurde der Zeckenbefall von 86 Hunden ausgewertet. Auffallend ist die große Anzahl an Hunden im Herbst, die keinen Zeckenbefall aufwiesen, im Gegensatz zu den Hunden ohne Zeckenbefall im Frühjahr. Tabelle 13 gibt einen Überblick über die Zeckenbefallsintensität der Hunde gesamt und halbjährlich. Tab. 13: Zeckenbefallsstärke der Hunde gesamt und halbjährlich Befallsgrad 0 1 2 3 gesamt N Hunde Frühjahr 27 26 26 11 90 N Hunde Herbst 52 16 11 7 86 N Hunde gesamt 23 21 21 21 86 60 Anzahl Hunde 50 40 0 Zecken 30 1-3 Zecken 4-10 Zecken 20 >10 Zecken 10 0 FRÜHJAHR HERBST Abb. 11: Zeckenbefallsstärke der Hunde halbjährlich 56 3.1.2.2. KÖRPERHÖHE Alle teilnehmenden Hunde wurden in kleine (≤ 30 cm Schulterhöhe), mittelgroße (> 30 cm bis ≤ 60 cm Schulterhöhe) und große (> 60 cm Schulterhöhe) Hunde unterteilt und der Zeckenbefall der einzelnen Hunde je nach Körperhöhe ausgewertet. Bei den kleinen Hunden lag der Mittelwert bei 1,8 (± 3,49) Zecken pro Hund während des Untersuchungszeitraumes, allerdings war dies mit 5 Tieren auch die zahlenmäßig kleinste Gruppe. Die mittelgroßen Hunde (N = 43) wiesen einen mittleren Zeckenbefall von 10,65 (± 15,95) Zecken pro Hund auf und in der Gruppe der großen Hunde (N = 38) wurde ein durchschnittlicher Befall von 5,71 (± 8,92) Zecken pro Tier ermittelt (Abbildung 12). Es konnte kein statistisch signifikanter Zusammenhang zwischen der Körperhöhe und dem Zeckenbefall der Hunde festgestellt werden. 16 14 14 13 12 12 Anzahl Hunde 10 10 10 0 Zecken 8 8 7 7 1-3 Zecken 4-10 Zecken 6 >10 Zecken 4 2 3 1 1 0 0 klein mittel groß Abb. 12: Zeckenbefall und Körperhöhe 3.1.2.3. HAARLÄNGE Alle Hunde wurden nach Rassedefinition in langhaarig, drahthaarig und kurzhaarig eingeteilt und der Zeckenbefall in Bezug zur Haarlänge ausgewertet. Bei den langhaarigen Hunden (N = 36) lag der Mittelwert bei 8,14 (± 13,90) Zecken pro Hund innerhalb des Untersuchungszeitraumes, bei den drahthaarigen Hunden (N = 22) bei 8,82 (± 17,02) Zecken pro Hund und bei den kurzhaarigen Hunden (N = 28) bei 7,04 (± 7,42) Zecken pro Hund (Abbildung 13). Es konnte kein statistisch signifikanter Zusammenhang zwischen dem Haarkleid und dem Zeckenbefall der Hunde hergestellt werden. 57 14 12 12 11 Anzahl Hunde 10 9 9 8 8 7 0 Zecken 7 1-3 Zecken 6 5 5 5 4 4-10 Zecken 4 >10 Zecken 4 2 0 langhaar drahthaar kurzhaar Abb. 13: Zeckenbefall und Haarlänge 3.1.2.4. VERWENDUNGSZWECK Von den 90 teilnehmenden Hunden wurden 45 Hunde jagdlich geführt, die anderen 45 Hunde wurden nicht jagdlich genutzt (Begleithunde). Insgesamt wurden 382 Zecken (54,57%) von jagdlich genutzten Hunden entfernt (265 im Frühjahr, 117 im Herbst), von den Begleithunden wurden 318 Zecken (45,43%) entfernt (240 im Frühjahr, 78 im Herbst). Bei beiden Gruppen war I. ricinus bei weitem am häufigsten (Tabelle 14). Tab. 14: Zeckenartverteilung nach Verwendungszweck I. ricinus I. hexagonus I. canisuga D. reticulatus H. concinna jagdlich genutzte Hunde 273 0 0 77 32 Begleithunde 259 3 4 30 22 Der mittlere Zeckenbefall innerhalb eines Jahres lag bei den Jagdhunden bei 8,51 (± 13,21) Zecken pro Hund und bei den Begleithunden bei 7,4 (± 12,92) Zecken pro Hund. Die Zeckenbefallsintensität der einzelnen Hunde wurde sowohl für die gesamte Zeckensaison als auch halbjährlich, geteilt in Frühjahrs- und Herbstsaison, im Zusammenhang mit dem 58 Verwendungszweck ausgewertet (Abbildung 14-15). Es konnte kein statistisch signifikanter Zusammenhang zwischen dem Verwendungszweck und der Zeckenbefallsintensität der Hunde festgestellt werden. gesamte Zeckensaison 16 0 Zecken Anzahl Hunde 14 1-3 Zecken 12 4-10 Zecken 10 >10 Zecken 8 6 4 2 0 jagdlich genutzte Hunde Begleithunde Abb. 14: Zeckenbefallsstärke und Verwendungszweck gesamt 35 Frühjahr Herbst 30 Anzahl Hunde 25 0 Zecken 20 1-3 Zecken 15 4-10 Zecken 10 >10 Zecken 5 0 Jagdhunde Begleithunde Jagdhunde Begleithunde Abb.15: Zeckenbefallsstärke und Verwendungszweck halbjährlich 59 3.1.3. STICHSTELLE Zur Auswertung der Stichstellen der Zecken wurden die Angaben der Hundebesitzer auf den vor Beginn der Studie verteilten Hundeprofilen herangezogen. Eine Unterteilung des Hundekörpers erfolgte in 12 verschiedene Körperregionen (Abbildung 16). Jede Befallsstelle wurde der entsprechenden Region zugeordnet (Tabelle 15 und Abbildung 17). dorsal ventral Abb. 16: Körperregionen in Dorsal- und Ventralansicht Tab. 15: Legende zu Abbildung 16 und Zeckenbefall pro Körperregion Körperregion Kopf dorsal Kopf ventral Hals dorsal Hals ventral Ohren Brust/Bauch Rücken seitlicher Rumpf Anogenitalregion Achsel Leiste Extremitäten Farbe Anzahl Zecken 104 21 82 80 100 84 47 54 9 44 18 57 60 14,9% 14,3% 11,7% 11,4% 12,0% 6,7% 8,1% 7,7% 6,3% 3,0% 2,6% 1,3% Abb. 17: Stichstellen 3.1.3.1. FELLFARBE Um die Stichstellen der Zecken verschiedenen Fellfarben zuordnen zu können wurden die Befallsdaten von 17 Hunden in Zusammenhang mit ihrer Fellfarbe anhand der angefertigten Fotografien ausgewertet. Dies waren jene Hunde, deren Haarkleid aus weißem und braunem und/oder schwarzem Fell bestand, und die mindestens mgr. Zeckenbefall (mindestens 4 Zecken) während der gesamten Zeckensaison aufwiesen. Die Farbverteilung dieser Hunde wurde prozentuell geschätzt und die Zeckenbefallsstellen den jeweiligen Fellfarben zugeordnet (Tabelle 16). 61 Tab. 16: Fellfarben und Zeckenbefall Hund Nr. 5 6 12 16 17 20 21 24 29 35 46 50 67 76 79 80 82 Fellfarbe schwarz-weiss schwarz-weiss schwarz-weiss braun-weiss braun-weiss braun-weiss braun-weiss schwarz-weiss braun-weiss braun-weiss braun-weiss schwarz-weiss braun-weiss schwarz-weiss schwarzbraun-weiss braun-weiss schwarz-weiss gesamt schwarzes Fell braunes Fell N FarbN FarbN Zecken anteil (%) Zecken anteil (%) Zecken 16 90 13 0 0 5 80 4 0 0 13 95 9 0 0 5 0 0 90 1 12 0 0 85 10 80 0 0 40 32 4 0 0 50 3 13 90 10 0 0 4 0 0 95 3 7 0 0 95 3 7 0 0 95 6 21 50 12 0 0 9 0 0 35 2 8 30 3 0 0 weißes Fell FarbN anteil (%) Zecken 10 3 20 1 5 4 10 4 15 2 60 48 50 1 10 3 5 1 5 4 5 1 50 9 65 7 70 5 47 80 30 10 1 10 16 12 50 0 60 0 11 40 0 2 0 60 40 10 39 Anhand der Stichstellen der Zecken wurde ein Index für jede Farbe nach folgender Formel berechnet: Farbindex = % Zeckenbefall je Fellfarbe / % Fellfarbe des Hundes (Tabelle 17 und Abbildung 18). Für schwarzes Fell wurde ein mittlerer Farbindex von 0,88 (± 0,27) berechnet, für braunes Fell von 0,71 (± 0,4) und für weißes Fell von 3 (± 3,02). Die statistische Auswertung ergab eine hoch signifikante Vorliebe der Zecken für weißes Fell. 62 Tab. 17: Farbindex Hund Nr. 5 6 12 16 17 20 21 24 29 35 46 50 67 76 79 80 82 schwarzes Fell 0,90 1,00 0,73 0,85 1,14 1,25 0,80 0,37 Farbindex braunes Fell 0,22 0,98 1,00 1,50 0,79 0,45 0,90 0,63 0,21 0,42 - weißes Fell 1,88 1,00 6,15 8,00 1,11 1,00 0,50 2,31 5,00 11,43 2,86 0,86 1,20 0,89 3,40 1,39 1,95 14 weißes Fell 12 braunes Fell Farbindex 10 schwarzes Fell 8 6 4 2 0 5 6 12 16 17 20 21 24 29 35 46 50 67 76 79 80 82 Hund Nr. Abb. 18: Farbindex für die Verteilung der Zecken 63 3.2. PROPHYLAXE 3.2.1. KONTROLLGRUPPE 30 Hunde, deren Besitzer während der Zeckensaison auf jegliche Akarizidbehandlung verzichteten, wurden der Gruppe A (Kontrollgruppe) zugeordnet. Von diesen Hunden wurden insgesamt 331 Zecken entfernt, davon 238 Zecken im Frühjahr und 93 Zecken im Herbst. Tabelle 18 zeigt die Zeckenart- und Zeckengeschlechtsverteilung und die Entwicklungsstadien innerhalb dieser Gruppe. Tab. 18: Zecken Gruppe A. w=weiblich, m=männlich, N=Nymphe Zeckenart I. ricinus I. hexagonus I. canisuga D. reticulatus H. concinna Geschlecht/ Entwicklungsstadium w m N w N w N w m w m N Frühjahr Herbst gesamt 159 20 16 1 2 1 1 5 8 9 3 13 54 8 9 0 0 1 1 12 5 2 0 1 213 28 25 1 2 2 2 17 13 11 3 14 Der Zeckenbefall der einzelnen Hunde wurde sowohl für die gesamte Studiendauer, als auch halbjährlich ausgewertet. 2 Hunde verstarben im Herbst, der Hund Nr. 2 ohne vorherigen Zeckenbefall aufgewiesen zu haben, vom Hund Nr. 26 wurden im August 4 Zecken entfernt. Der durchschnittliche Gesamtzeckenbefall pro Hund lag bei 11,29 (± 17,07), im Frühjahr lag der Mittelwert bei 7,93 (± 13,59) Zecken pro Hund und im Herbst bei 3,18 (± 5,08) Zecken pro Hund. In Tabelle 19 ist die Zeckenbefallsstärke der Hunde dieser Gruppe dargestellt. 64 Tab. 19: Zeckenbefallsstärke Gruppe A Befallsgrad 0 1 2 3 gesamt Anzahl Hunde (%) 6 (21,43) 5 (17,86) 6 (21,43) 11 (39,29) 28 (100,00) 3.2.2. AKARIZIDBEHANDELTE GRUPPEN 3.2.2.1. ANZAHL DER ANWENDUNGEN Sehr viele Hundebesitzer hielten sich nicht an die vom Hersteller angegebenen Applikationsintervalle von Exspot® und Frontline®, wie es zu Studienbeginn vereinbart worden war. Die meisten verabreichten die Präparate zu Beginn regelmäßig, später sobald wieder Zecken am Hund beobachtet wurden. Die Frequenz der Anwendungen wurde in 2 Anwendungen (1), 3 Anwendungen (2) und mehr als 3 Anwendungen (3) innerhalb des Beobachtungszeitraumes eingeteilt. Tabelle 20 und Abbildung 19 zeigen die Zeckenbefallsstärke der Hunde der akarizidbehandelten Gruppen in Zusammenhang mit der Anzahl an Anwendungen des jeweiligen Zeckenprophylaxemittels. Tab. 20: Anwendungsfrequenz und Zeckenbefallsstärke bei behandelten Hunden Anwendungsfrequenz N Hunde 1 14 2 26 3 17 0 N Hunde (%) 4 (28,57) 10 (38,46) 3 (17,65) Zeckenbefallsgrad 1 2 N Hunde (%) N Hunde (%) 5 (35,71) 3 (21,43) 7 (26,92) 6 (23,08) 3 (17,65) 6 (35,29) 3 N Hunde (%) 2 (14,29) 3 (11,54) 5 (29,41) 65 12 Anzahl Hunde 10 8 0 Zecken 6 1-3 Zecken 4-10 Zecken 4 >10 Zecken 2 0 2 Anwendungen 3 Anwendungen >3 Anwendungen Abb. 19: Anwendungsfrequenz und Zeckenbefallsstärke bei behandelten Hunden 3.2.2.2. GRUPPE B 30 Hunde, deren Besitzer während der Zeckensaison ihre Hunde mit Exspot® behandelten, wurden der Gruppe B zugeordnet. Von diesen Hunden wurden insgesamt 155 Zecken entfernt, davon 93 Zecken im Frühjahr und 62 Zecken im Herbst. Tabelle 21 zeigt die Zeckenart- und Geschlechtsverteilung sowie die Entwicklungsstadien innerhalb dieser Gruppe. Tab. 21: Zecken Gruppe B. w=weiblich, m=männlich, N=Nymphe Zeckenart I. ricinus I. hexagonus I. canisuga D. reticulatus H. concinna Geschlecht/ Entwicklungsstadium w m N w N w N w m w m N Frühjahr Herbst gesamt 58 0 1 0 0 0 0 14 9 9 2 0 36 1 0 0 0 0 0 18 5 2 0 0 94 1 1 0 0 0 0 32 14 11 2 0 66 Der Zeckenbefall der einzelnen Hunde wurde sowohl für die gesamte Studiendauer, als auch halbjährlich ausgewertet. Der Hund Nr. 36 verstarb im Herbst ohne vorherigen Zeckenbefall aufgewiesen zu haben. Der durchschnittliche Gesamtzeckenbefall pro Hund lag bei 5,34 (± 7,87), im Frühjahr lag der Mittelwert bei 3,10 (± 5,89) Zecken pro Hund und im Herbst bei 2,14 (± 3,92) Zecken pro Hund. Sehr viele Hundebesitzer hielten sich nicht an die vom Hersteller angegebenen Applikationsintervalle von Exspot®, wie es zu Studienbeginn vereinbart worden war, die Anzahl der Anwendungen des Präparates variierte zwischen 2 und 9 Anwendungen innerhalb des Studienzeitraumes. Der Besitzer des Hundes Nr. 55 unterließ während des gesamten Studienzeitraumes die Behandlung seines Hundes mit Exspot®. In Tabelle 22 ist die Zeckenbefallsstärke der Hunde dieser Gruppe dargestellt. Hier wurden die Daten jener 28 Hunde ausgewertet, von denen Informationen über den Zeckenbefall während der gesamten Studiendauer zur Verfügung standen und deren Besitzer ihre Tiere mit Exspot® behandelten. Tab. 22: Zeckenbefallsstärke Gruppe B Befallsgrad 0 1 2 3 gesamt Anzahl Hunde (%) 8 (28,57) 9 (32,14) 7 (25,00) 4 (14,29) 28 (100,00) Da sich sehr viele Hundebesitzer nicht wie vereinbart an die vom Hersteller angegebenen Applikationsintervalle von Exspot® hielten, wurde die Frequenz der Anwendungen in 2 Anwendungen (1), 3 Anwendungen (2) und mehr als 3 Anwendungen (3) innerhalb des Studienzeitraumes eingeteilt. Tabelle 23 zeigt die Zeckenbefallsstärke der Hunde in Gruppe B in Zusammenhang mit der Anzahl an Anwendungen. Tab. 23: Anwendungsfrequenz und Zeckenbefallsstärke in Gruppe B Anwendungsfrequenz N Hunde 1 5 2 16 3 7 0 N Hunde (%) 0 (0,00) 6 (37,50) 2 (28,57) Zeckenbefallsgrad 1 2 N Hunde (%) N Hunde (%) 3 (60,00) 1 (20,00) 5 (31,25) 3 (18,75) 1 (14,29) 3 (42,86) 3 N Hunde (%) 1 (20,00) 2 (12,50) 1 (14,29) 67 3.2.2.3. GRUPPE C 30 Hunde, deren Besitzer während der Zeckensaison ihre Hunde mit Frontline® behandelten, wurden der Gruppe C zugeordnet. Von diesen Hunden wurden insgesamt 214 Zecken entfernt, davon 174 Zecken im Frühjahr und 40 Zecken im Herbst. Tabelle 24 zeigt die Zeckenart- und Geschlechtsverteilung sowie die Entwicklungsstadien innerhalb dieser Gruppe. Tab. 24: Zecken Gruppe C. w=weiblich, m=männlich, N=Nymphe Zeckenart I. ricinus I. hexagonus I. canisuga D. reticulatus H. concinna Geschlecht/ Entwicklungsstadium w m N w N w N w m w m N Frühjahr Herbst gesamt 129 8 0 0 0 0 0 17 7 4 3 6 29 4 0 0 0 0 0 4 3 0 0 0 158 12 0 0 0 0 0 21 10 4 3 6 Der Zeckenbefall der einzelnen Hunde wurde sowohl für die gesamte Studiendauer, als auch halbjährlich ausgewertet. Der Besitzer des Hundes Nr. 81 zeigte sich im Herbst nicht mehr kooperativ, somit gibt es keine Informationen über den Zeckenbefall dieses Hundes im Herbst. Der durchschnittliche Gesamtzeckenbefall pro Hund lag bei 7,34 (± 12,32), im Frühjahr lag der Mittelwert bei 5,80 (± 11,32) Zecken pro Hund und im Herbst bei 1,38 (± 2,35) Zecken pro Hund. Sehr viele Hundebesitzer hielten sich nicht an die vom Hersteller angegebenen Applikationsintervalle von Frontline®, wie es zu Studienbeginn vereinbart worden war, die Anzahl der Anwendungen des Präparates variierte zwischen 2 und 6 Anwendungen innerhalb des Studienzeitraumes. In Tabelle 25 ist die Zeckenbefallsstärke der Hunde dieser Gruppe dargestellt. Hier wurden die Daten jener 29 Hunde ausgewertet, von denen Informationen über den Zeckenbefall während der gesamten Studiendauer zur Verfügung standen. 68 Tab. 25: Zeckenbefallsstärke Gruppe C Befallsgrad 0 1 2 3 gesamt Anzahl Hunde (%) 9 (31,03) 6 (20,69) 8 (27,59) 6 (20,69) 29 (100,00) Da sich sehr viele Hundebesitzer nicht wie vereinbart an die vom Hersteller angegebenen Applikationsintervalle von Frontline® hielten, wurde die Frequenz der Anwendungen in 2 Anwendungen (1), 3 Anwendungen (2) und mehr als 3 Anwendungen (3) innerhalb des Studienzeitraumes eingeteilt. Tabelle 26 zeigt die Zeckenbefallsstärke der Hunde in Gruppe C in Zusammenhang mit der Anzahl an Anwendungen. Tab. 26: Anwendungsfrequenz und Zeckenbefallsstärke in Gruppe C Anwendungsfrequenz N Hunde 1 9 2 10 3 10 0 N Hunde (%) 4 (44,44) 4 (40,00) 1 10,00) Zeckenbefallsgrad 1 2 N Hunde (%) N Hunde (%) 2 (22,22) 2 (22,22) 2 (20,00) 3 (30,00) 2 (20,00) 3 (30,00) 3 N Hunde (%) 1 (11,11) 1 (10,00) 4 (40,00) 69 In Abbildung 20 ist die Zeckenbefallsstärke der Hunde in den verschiedenen Gruppen dargestellt. Die meisten Hunde mit hochgradigem Zeckenbefall sind in Gruppe A zu finden, die meisten Hunde ohne Zeckenbefall in Gruppe C. Diese Ergebnisse sind jedoch statistisch nicht signifikant. 12 Anzahl Hunde 10 8 0 Zecken 6 1-3 Zecken 4-10 Zecken 4 >10 Zecken 2 0 Gruppe A Gruppe B Gruppe C Abb. 20: Zeckenbefallsstärke in den verschiedenen Gruppen (Gruppe A = Kontrollgruppe, Gruppe B = mit Exspot® behandelte Hunde, Gruppe C = mit Frontline® behandelte Hunde) 70 Die Abbildungen 21 und 22 zeigen die Zeckenbefallsstärke der mit Exspot® und Frontline® behandelten Hunde in Zusammenhang mit der Anzahl an Anwendungen. In Gruppe B sind die meisten Hunde sowohl ohne Zeckenbefall als auch mit hochgradigem Zeckenbefall unter jenen zu finden, deren Besitzer innerhalb des Untersuchungszeitraumes drei Anwendungen vorgenommen hatten, allerdings sind dies auch zahlenmäßig die meisten Hunde dieser Gruppe. In Gruppe C ist auffallend, dass die meisten Hunde mit hochgradigem Zeckenbefall unter jenen zu finden sind, deren Besitzer innerhalb des Untersuchungszeitraumes mehr als drei Anwendungen vorgenommen hatten. 7 Exspot® Anzahl Hunde 6 5 0 Zecken 4 1-3 Zecken 3 4-10 Zecken 2 >10 Zecken 1 0 2 Anwendungen 3 Anwendungen >3 Anwendungen Abb. 21: Anwendungsfrequenz und Zeckenbefallsstärke bei mit Exspot® behandelten Hunden (Gruppe B) 5 Frontline® Anzahl Hunde 4 0 Zecken 3 1-3 Zecken 2 4-10 Zecken >10 Zecken 1 0 2 Anwendungen 3 Anwendungen >3 Anwendungen Abb. 22: Anwendungsfrequenz und Zeckenbefallsstärke bei mit Frontline® behandelten Hunden (Gruppe C) 71 3.2.2.3. SCHUTZZEITEN Da in den Gruppen B und C durch viele Hundebesitzer keine kontinuierliche Anwendung der Zeckenprophylaxemittel stattgefunden hatte, ergab sich für die meisten Hunde nur ein temporärer Schutz durch die Akarizida (Schutzzeit), und eine Zeit, in der laut Herstellerangaben kein ausreichender Schutz gewährleistet war (keine Schutzzeit). Die Schutzzeit beginnt am Tag 1 nach der Applikation (Applikationstag = Tag 0), und endet am Tag 28. In Gruppe B (Exspot®) wurden innerhalb des Studienzeitraumes bei 29 Hunden 102 Anwendungen durchgeführt, von diesen Hunden wurden 153 Zecken entfernt. In Gruppe C (Frontline®) fanden innerhalb des Studienzeitraumes 93 Anwendungen statt, von den 30 Hunden dieser Gruppe wurden 214 Zecken entfernt. In Abbildung 23 ist der Zeckenbefall der Hunde der akarizidbehandelten Gruppen innerhalb und außerhalb der Schutzzeit dargestellt. 120 113 101 100 Anzahl Zecken 100 80 60 53 keine Schutzzeit Schutzzeit 40 20 0 Exspot® Frontline® Abb. 23: Zeckenbefall bei behandelten Hunden innerhalb und außerhalb der Schutzzeit 72 Innerhalb der Schutzzeit wurde ausgewertet, wie viele Tage nach der Applikation des jeweiligen Akarizides Zecken entdeckt und entfernt werden konnten (Abb. 24). 14 Exspot® 12 Frontline® Anzahl Zecken 10 8 6 4 2 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 Tage nach Applikation Abb. 24: Zeckenbefall innerhalb der Schutzzeit 3.3. SEROLOGIE A. PHAGOCYTOPHILUM 3.3.1. SEROPRÄVALENZ Von den bei der ersten Blutabnahme entnommenen 90 Serumproben konnten in 38 Proben IgG-Antikörper gegen A. phagocytophilum nachgewiesen werden. Im Sommer waren 42 der 90 Proben der zweiten Blutabnahme seropositiv, und von den nach der Zeckensaison im Winter entnommenen 86 Serumproben der dritten Blutabnahme konnten in 48 Proben IgGAntikörper gegen A. phagocytophilum gefunden werden. Das entspricht einer mittleren Seroprävalenz von 48,23 % (± 6,93) in dieser Hundepopulation (Abbildung 25). Die einzelnen Ergebnisse der serologischen Untersuchungen über das Vorhandensein von IgGAntikörpern gegen A. phagocytophilum in allen 266 Serumproben sowie die Titerhöhen der positiven Proben sind in Tabelle A6 (Anhang) zusammengefasst. 73 55,81% 46,67% 42,22% 1.BlutUS 2.BlutUS 3.BlutUS Seroprävalenz Abb. 25: Seroprävalenz für A. phagocytophilum 3.3.2. INFEKTIONEN Bei den im Rahmen der Blutabnahmen durchgeführten klinischen Untersuchungen konnten bei keinem Hund Anzeichen für eine klinisch manifeste Infektion mit A. phagocytophilum festgestellt werden. Die Befragungen der Besitzer über das Auftreten klinischer Symptome, durchgeführter Diagnostik und Therapie bezüglich einer Infektion mit A. phagocytophilum ergaben keine Hinweise auf eine vor oder während der Studie durchgemachte Infektion ihrer Hunde mit diesem Erreger. Von den 86 Hunden, die während des gesamten Untersuchungszeitraumes zur Verfügung standen, konnte bei 25 Tieren eine positive Reaktion des Immunsystems gegenüber dem Erreger A. phagocytophilum nachgewiesen werden. Das Risiko, innerhalb eines Jahres Erregerkontakt mit A. phagocytophilum zu erfahren, liegt demnach bei 29,07 %. Bei keinem dieser Hunde konnten Anzeichen für eine klinisch manifeste Anaplasmose festgestellt werden. 74 FRÜHJAHR Eine im Frühjahr stattgefundene positive Reaktion des Immunsystems gegenüber dem Erreger A. phagocytophilum konnte bei 12 Hunden nachgewiesen werden. Bei 5 Hunden wurde eine Serokonversion und bei 7 Hunden ein signifikanter Titeranstieg bei der zweiten Blutuntersuchung festgestellt. Der Anteil an Neuinfektionen lag somit bei 13,34 % (Tabelle 27). Tab. 27: Infektionen mit A. phagocytophilum im Frühjahr Infektionen Serokonversion Titeranstieg gesamt Anzahl Hunde (%) 5 (5,56) 7 (7,78) 12 (13,34) HERBST Bei der dritten Blutuntersuchung konnte bei 7 Hunden eine Serokonversion und bei 6 Hunden ein signifikanter Titeranstieg festgestellt werden. 13 Hunde hatten im Herbst Erregerkontakt erfahren, das entspricht einem Anteil an Neuinfektionen von 15,12 % (Tabelle 28). Tab. 28: Infektionen mit A. phagocytophilum im Herbst Infektionen Serokonversion Titeranstieg gesamt Anzahl Hunde (%) 7 (8,14) 6 (6,98) 13 (15,12) 75 3.3.3. VERWENDUNGSZWECK SEROPRÄVALENZ Bei der Aufschlüsselung der Ergebnisse nach dem Verwendungszweck lag die durchschnittliche Seroprävalenz bei den jagdlich genutzten Hunden mit 56,49 % (± 5,89) deutlich höher als bei den Begleithunden mit 39,98 % (± 7,99). In Abbildung 26 sind die Seroprävalenzen der einzelnen Blutuntersuchungen dargestellt. 62,79% 55,56% 51,11% 48,84% 37,78% 33,33% 1.BlutUS 2.BlutUS 3.BlutUS jagdl. genutzte Hunde Begleithunde Abb. 26: Seroprävalenz für A. phagocytophilum bei Hunden mit unterschiedlichem Verwendungszweck INFEKTIONEN Bei den jagdlich genutzten Hunden lag der Anteil an Tieren, die im Frühjahr Erregerkontakt gehabt hatten, mit 15,56 % höher als bei den Begleithunden mit 11,11 %. Im Herbst lag der Anteil an Neuinfektionen bei den jagdlich genutzten Hunden mit 16,28 % ebenfalls höher als bei den Begleithunden mit 13,95 %. In Tabelle 29 sind die Infektionen halbjährlich und gesamt nach dem Verwendungszweck dargestellt. Tab. 29: Infektionen mit A. phagocytophilum dargestellt nach Verwendungszweck Infektionen Jagdhunde Begleithunde Frühjahr 7 5 Herbst 7 6 gesamt 14 11 76 3.4. SEROLOGIE B. CANIS 3.4.1. SEROPRÄVALENZ Von den vor der Zeckensaison entnommenen 90 Serumproben konnten in 9 Proben IgGAntikörper gegen B. canis gefunden werden. Bei der zweiten Blutuntersuchung waren 11 der 90 Proben seropositiv, und von den im Winter entnommenen 86 Serumproben der dritten Blutabnahmen konnten in 14 Proben IgG-Antikörper gegen B. canis nachgewiesen werden. Das entspricht einer mittleren Seroprävalenz von 12,83 % (± 3,18). Abbildung 27 zeigt die Seroprävalenzen der einzelnen Blutuntersuchungen. Die einzelnen Ergebnisse der Untersuchungen auf B. canis-IgG-Antikörper aller Blutabnahmen sowie die Titerhöhen der positiven Proben sind dem Anhang zu entnehmen (Tabelle A7). 16,28% 12,22% 10,00% 1.BlutUS 2.BlutUS 3.BlutUS Seroprävalenz Abb. 27: Seroprävalenz für B. canis 3.4.2. INFEKTIONEN Bei den im Rahmen der Blutabnahmen durchgeführten klinischen Untersuchungen konnten bei keinem Hund Anzeichen für eine klinisch manifeste Infektion mit B. canis festgestellt werden. Die Besitzer wurden über das Auftreten klinischer Symptome, durchgeführter Diagnostik und Therapie bezüglich einer Infektion ihrer Hunde mit B. canis befragt. 77 Bei fünf Hunden war aus der Vorgeschichte eine frühere Infektion mit diesem Erreger bekannt, diese Hunde waren bei der ersten Blutuntersuchung seropositiv. Von den restlichen vier seropositiven Hunden der ersten Blutuntersuchung gibt es laut ihrer Besitzer keine Hinweise auf eine frühere durchgemachte Infektion mit diesem Erreger. Bei dem Hund Nr. 82 (Serokonversion bei der 2. Blutuntersuchung) wurde am 19. April eine klinisch manifeste Babesiose mittels positivem Erregernachweis im Blutausstrich diagnostiziert und erfolgreich therapiert. Die Befragung der restlichen Besitzer ergab keine Hinweise auf eine im Frühjahr durchgemachte Infektion ihrer Hunde mit diesem Erreger. Bei dem Hund Nr. 19 wurde am 15. Dezember und bei dem Hund Nr. 69 am 7. November eine klinisch manifeste Babesiose mittels positivem Erregernachweis im Blutausstrich diagnostiziert und erfolgreich therapiert. Bei beiden Hunden konnte bei der 3. Blutuntersuchung eine Serokonversion festgestellt werden. Die Befragungen der restlichen Besitzer ergaben keine Hinweise auf eine im Herbst durchgemachte Infektion ihrer Hunde mit diesem Erreger. Von den 86 Hunden, die während des gesamten Untersuchungszeitraumes zur Verfügung standen, konnte bei 6 Tieren eine positive Reaktion des Immunsystems gegenüber dem Erreger B. canis nachgewiesen werden (Tabelle 30). Das Risiko, innerhalb eines Jahres Erregerkontakt mit B. canis zu erfahren, liegt demnach bei 6,98 %. Nur bei drei von diesen sechs Hunden wurde eine klinisch manifeste Babesiose diagnostiziert und therapiert. Tab. 30: Infektionen mit B. canis im Untersuchungszeitraum Infektionen Serokonversion Titeranstieg gesamt Frühjahr 2 1 3 Herbst 3 3 gesamt 5 1 6 FRÜHJAHR Bei drei Hunden konnte eine im Frühjahr stattgefundene positive Reaktion des Immunsystems gegenüber dem Erreger B. canis nachgewiesen werden, das entspricht einem Anteil an Neuinfektionen von 3,33 %. Eine Serokonversion konnte bei zwei Hunden und ein signifikanter Titeranstieg bei einem Hund festgestellt werden. Bei den neuinfizierten Tieren handelte es sich ausschließlich um Begleithunde. 78 HERBST Bei drei der 86 Hunde, die zur dritten Blutuntersuchung zur Verfügung standen, konnte eine Serokonversion festgestellt werden. Die neu infizierten Hunde waren ausschließlich jagdlich genutzte Tiere. Der Anteil an Neuinfektionen im Herbst lag bei 3,49 %. 4.4.3. VERWENDUNGSZWECK Die durchschnittliche Seroprävalenz lag bei den Begleithunden mit 16,57 % (± 2,84) deutlich höher als bei den jagdlich geführten Hunden mit 9,10 % (± 4,20). Abbildung 28 zeigt die Seroprävalenzen der einzelnen Blutuntersuchungen. 17,78% 13,95% 18,60% 13,33% 1.BlutUS 6,67% 2.BlutUS 6,67% 3.BlutUS jagdl. genutzte Hunde Begleithunde Abb. 28: Seroprävalenz für B. canis bei Hunden mit unterschiedlichem Verwendungszweck 3.5. SEROLOGIE B. BURGDORFERI S. L. 3.5.1. SEROPRÄVALENZ Nach Auswertung der Western-Blots waren 39 der 90 Serumproben der ersten Blutabnahme positiv. 23 Proben (25,56 %) wurden als fraglich und 28 Proben (31,11 %) als negativ bewertet. Im Sommer waren 41 der 90 Proben der zweiten Blutabnahme seropositiv. 23 Western-Blots (26,67 %) wurden als fraglich und 41 Blots (27,78 %) als negativ beurteilt. Von den bei der dritten Blutabnahme entnommenen 86 Serumproben waren 32 positiv. 26 Western-Blots (30,23 %) wurden als fraglich und 28 Blots (32,56 %) als negativ beurteilt. 79 Die mittlere Seroprävalenz dieser Hundepopulation lag bei 42,03 % (± 4,32). Abbildung 29 zeigt die Seroprävalenzen der einzelnen Blutuntersuchungen. Die einzelnen Ergebnisse der Untersuchungen auf IgG-Antikörper gegen B. burgdorferi s. l. aller Blutabnahmen sind in Tabelle A8 (Anhang) zusammengefasst. 43,33% 45,56% 37,21% 1.BlutUS 2.BlutUS 3.BlutUS Seroprävalenz Abb. 29: Seroprävalenz für B. burgdorferi s. l. Eine Impfung gegen Borreliose (Merilym®, Fa. Merial, Lyon, Frankreich) war anamnestisch bei insgesamt 14 Hunden bekannt. 11 dieser Hunde waren bei der ersten Blutuntersuchung seropositiv, bei den restlichen drei Hunden zeigte der Western-Blot fragliche oder negative Ergebnisse. Von den 39 seropositiven Hunden der ersten Blutuntersuchung kann bei den 11 geimpften Tieren ein Erregerkontakt nicht nachgewiesen oder ausgeschlossen werden. Die restlichen 28 seropositiven Hunde hatten laut ihrer Besitzer niemals eine Borrelioseimpfung erhalten. Sieben Hunde (Nr. 20, Nr. 28, Nr. 42, Nr. 43, Nr. 51, Nr. 72 und Nr. 80) erhielten zwischen erster und zweiter Blutabnahme eine Auffrischungsimpfung (Merilym ®, Fa. Merial). Diese sieben Hunde waren bei der folgenden Blutuntersuchung seropositiv. Insgesamt konnte von den 41 seropositiven Hunden der zweiten Blutuntersuchung bei 11 geimpften Tieren ein Erregerkontakt nicht nachgewiesen werden. Zwischen zweiter und dritter Blutentnahme wurden drei Hunde (Nr. 49, Nr. 50 und Nr. 65) revakziniert (Merilym®, Fa. Merial), zwei davon waren bei der folgenden Blutuntersuchung seropositiv. Von den 32 Hunden, die bei der dritten Blutuntersuchung positive Ergebnisse im 80 Western-Blot zeigten, kann bei insgesamt sieben geimpften Hunden kein Erregerkontakt bewiesen werden. 3.5.2. INFEKTIONEN Bei den im Rahmen der Blutabnahmen durchgeführten klinischen Untersuchungen konnten bei keinem Hund Anzeichen für eine klinisch manifeste Infektion mit B. burgdorferi s. l. festgestellt werden. Die Besitzer wurden über das Auftreten klinischer Symptome, durchgeführter Diagnostik und Therapie bezüglich einer Borrelieninfektion ihrer Hunde befragt. Diesbezüglich gab es nur bei einem Hund (Nr. 87) Hinweise auf eine mögliche durchgemachte Infektion. Im Jänner des Vorjahres wurde bei diesem Hund eine Borreliose vermutet (positives Ergebnis im SNAP® 4Dx®, Fa. IDEXX) und er wurde mit Doxycyclin für 8 Tage behandelt. Weitere Untersuchungen zur Bestätigung der Diagnose wurden nicht durchgeführt. Die Befragungen der restlichen Besitzer ergaben keine Hinweise auf eine vor oder während der Studie durchgemachte Infektion ihrer Hunde mit diesem Erreger. Bei 20 Hunden konnte innerhalb des Untersuchungszeitraumes eine akute aktivierte Immunreaktion gegenüber dem Erreger B. burgdorferi s. l. nachgewiesen werden. Das entspricht einem Risiko von 22,99 %, innerhalb eines Jahres Erregerkontakt zu erfahren. Bei keinem dieser Hunde konnten Anzeichen für eine klinisch manifeste Borreliose festgestellt werden. FRÜHJAHR Bei 13 Hunden konnte eine im Frühjahr stattgefundene positive Reaktion des Immunsystems gegenüber dem Erreger B. burgdorferi s. l. nachgewiesen werden. Das entspricht einem Anteil an Neuinfektionen von 14,44 %. HERBST Ein im Herbst stattgefundener Erregerkontakt konnte bei 7 Hunden nachgewiesen werden. Das entspricht einem Anteil an Neuinfektionen von 8,14 %. 81 3.5.3. VERWENDUNGSZWECK SEROPRÄVALENZ Bei den jagdlich geführten Hunden lag die mittlere Seroprävalenz mit 48,10 % (± 2,61) deutlich höher als bei den Begleithunden mit 35,97 % (± 8,28). In Abbildung 30 sind die Seroprävalenzen der einzelnen Blutuntersuchungen dargestellt. 51,11% 46,67% 46,51% 44,44% 35,56% 27,91% 1.BlutUS 2.BlutUS 3.BlutUS jagdl. genutzte Hunde Begleithunde Abb. 30: Seroprävalenz für B. burgdorferi s. l. bei Hunden mit unterschiedlichem Verwendungszweck INFEKTIONEN Im Frühjahr lag der Anteil an Tieren, die Erregerkontakt erfahren hatten, bei den jagdlich genutzten Hunden mit 11,11 % deutlich niedriger als bei den Begleithunden mit 17,78 %. Im Herbst war die Neuinfektionsrate bei den Jagdhunden mit 9,30 % etwas höher als bei den Begleithunden mit 6,98 %. In Tabelle 31 sind die Infektionen halbjährlich und gesamt nach dem Verwendungszweck dargestellt. Tab. 31: Infektionen mit B. burgdorferi s. l. eingeteilt nach Verwendungszweck und Untersuchungszeitraum Infektionen Jagdhunde Begleithunde Frühjahr 5 8 Herbst 4 3 gesamt 9 11 82 3.6. SEROLOGIE FSMEV 3.6.1. SEROPRÄVALENZ Von den vor der Zeckensaison entnommenen 90 Serumproben konnten in 8 Proben positive Ergebnisse gefunden werden. Bei der zweiten Blutabnahme waren sieben der 90 Proben seropositiv. Von den 86 Serumproben der dritten Blutabnahme konnten in 12 Proben positive Ergebnisse gefunden werden. Das entspricht einer mittleren Seroprävalenz von 10,21 % (± 3,29). In Abbildung 31 sind die Seroprävalenzen der einzelnen Blutuntersuchungen dargestellt. Die einzelnen Ergebnisse der Untersuchungen über das Vorhandensein von IgGAntikörpern gegen das FSMEV in allen 266 Serumproben sind dem Anhang zu entnehmen (Tabelle A9). 13,95% 8,89% 7,78% 1.BlutUS 2.BlutUS 3.BlutUS Seroprävalenz Abb. 31: Seroprävalenz für FSMEV 3.6.2. INFEKTIONEN Bei den im Rahmen der Blutabnahmen durchgeführten klinischen Untersuchungen konnten bei keinem Hund Anzeichen für eine klinisch manifeste Infektion mit dem FSMEV festgestellt werden. Die Befragungen der Besitzer über das Auftreten klinischer Symptome, durchgeführter Diagnostik und Therapie bezüglich einer FSMEV-Infektion ihrer Hunde ergaben keine Hinweise auf eine vor oder während der Studie durchgemachte Infektion mit diesem Erreger. 83 Während des gesamten Untersuchungszeitraumes konnte bei 10 Hunden eine positive Reaktion des Immunsystems gegenüber dem FSMEV festgestellt werden (Tabelle 32). Das entspricht einem Risiko von 11,63 %, innerhalb eines Jahres Erregerkontakt mit dem FSMEV zu erfahren. Bei keinem der infizierten Hunde konnten Anzeichen für eine klinisch manifeste Infektion festgestellt werden. Tab. 32: Infektionen mit FSMEV im Untersuchungszeitraum Infektionen Serokonversion Titeranstieg gesamt Frühjahr 1 1 2 Herbst 7 1 8 gesamt 8 2 10 FRÜHJAHR Bei der zweiten Blutuntersuchung konnten jeweils ein signifikanter Titeranstieg und eine Serokonversion nachgewiesen werden. Das entspricht einem Anteil an Neuinfektionen von 2,22 %. HERBST Ein im Herbst stattgefundener Erregerkontakt konnte bei acht Hunden nachgewiesen werden. Bei sieben Hunden wurde eine Serokonversion und bei einem Hund ein signifikanter Titeranstieg bei der dritten Blutuntersuchung festgestellt. Die Neuinfektionsrate im Herbst lag bei 9,30 %. 3.6.3. VERWENDUNGSZWECK Bei der Aufschlüsselung der Ergebnisse nach dem Verwendungszweck der Hunde lag die mittlere Seroprävalenz bei den jagdlich geführten Hunden mit 11,28 % (± 0,30) etwas höher als bei den Begleithunden mit 9,13 % (± 6,29). Abbildung 32 zeigt die Seroprävalenzen der einzelnen Blutuntersuchungen. 84 16,28% 11,11% 11,11% 11,63% 1.BlutUS 2.BlutUS 6,67% 4,44% jagdl. genutzte Hunde 3.BlutUS Begleithunde Abb. 32: Seroprävalenz für FSMEV bei Hunden mit unterschiedlichem Verwendungszweck INFEKTIONEN Im Frühjahr lag die Neuinfektionsrate sowohl bei den jagdlich genutzten Hunden als auch bei den Begleithunden bei 2,22 %. Im Herbst lag der Anteil an Tieren, die Erregerkontakt erfahren hatten, bei den Begleithunden mit 13,95 % deutlich höher als bei den Jagdhunden mit 4,65 %. Tabelle 33 zeigt die Infektionen halbjährlich und gesamt nach dem Verwendungszweck. Tab. 33: Infektionen mit FSMEV eingeteilt nach Verwendungszweck und Untersuchungszeitraum Infektionen Jagdhunde Begleithunde Frühjahr 1 1 Herbst 2 6 gesamt 3 7 3.7. PCR Die molekularbiologische Untersuchung auf B. canis-DNA und A. phagocytophilum-DNA mittels PCR ergab bei allen untersuchten Blutproben ein negatives Ergebnis. 85 3.8. INFEKTIONEN Es konnten innerhalb des Untersuchungszeitraumes 61 positive Reaktionen des Immunsystems gegenüber einem der vier Erreger A. phagocytophilum, B. canis, B. burgdorferi s.l. und FSMEV festgestellt werden. 30 Neuinfektionen konnten im Frühjahr und 31 Neuinfektionen im Herbst nachgewiesen werden (Tabelle 34 und Abbildung 33). Tab. 34: Infektionen A. phagocytophilum B. canis B. burgdorferi s. l. FSMEV gesamt Frühjahr 12 3 13 2 30 Herbst 13 3 7 8 31 gesamt 25 6 20 10 61 Anzahl Infektionen 30 25 Herbst 20 Frühjahr 15 10 5 0 A. phagocytophilum B. canis B. burgdorferi s. l. FSMEV Abb. 33: Übersicht zu den Infektionen mit verschiedenen Erregern nach Untersuchungszeitraum Die Infektionen betrafen 47 Hunde. Die Wahrscheinlichkeit eines Hundes in diesem Endemiegebiet, sich innerhalb eines Jahres mit einem oder mehreren der vier Erreger auseinanderzusetzen, lag bei 54,02 %. 86 Bei 35 Hunden handelte es sich um Einfachinfektionen, bei 10 Hunden um Doppelinfektionen, und bei zwei Hunden konnten innerhalb eines Jahres drei verschiedene Neuinfektionen festgestellt werden. Die Tabellen 35 und 36 zeigen die beteiligten Erreger der Doppel- und Dreifachinfektionen. Tab. 35: Doppelinfektionen Doppelinfektionen A. phagocytophilum + FSMEV A. phagocytophilum + B. burgdorferi s. l. B. canis + B. burgdorferi s. l. B. canis + FSMEV B. burgdorferi s. l. + FSMEV gesamt Anzahl 1 2 3 1 3 10 Tab. 36: Dreifachinfektionen Dreifachinfektionen A. phagocytophilum + B. canis + B. burgdorferi s. l. B. canis + B. burgdorferi s. l. + FSMEV gesamt Anzahl 1 1 2 3.8.1. ZECKENBEFALL 3.8.1.1. FRÜHJAHR Die Hunde wurden in 4 verschiedene Gruppen bezüglich der Zeckenbefallsintensität eingeteilt. Befallsgrad 0 entspricht 0 Zecken (kein Befall), Befallsgrad 1 entspricht 1-3 Zecken (ggr. Befall), Befallsgrad 2 entspricht 4-10 Zecken (mgr. Befall) und Befallsgrad 3 entspricht mehr als 10 Zecken (hgr. Befall). Bei fünf der 27 Hunde, die laut ihrer Besitzer im Frühjahr keinen Immunreaktionen Zeckenbefall nachgewiesen aufwiesen, konnten werden. Tabelle In insgesamt 37 sind Zusammenhang mit der Zeckenbefallsstärke der Hunde dargestellt. die sieben positive Infektionen in 87 Tab. 37: Zeckenbefallsstärke und Infektionen im Frühjahr Infektionen BefallsN N inf. grad Hunde A. phagocytophilum B. canis B. burgdorferi s. l. FSMEV gesamt Hunde 0 7 27 3 1 3 0 5 1 8 26 3 0 5 0 8 2 10 26 3 1 5 1 8 3 5 11 3 1 0 1 5 Abbildung 34 zeigt den prozentuellen Anteil an Hunden, die im Frühjahr Erregerkontakt erfahren hatten, im Zusammenhang mit der jeweiligen Zeckenbefallsstärke der Hunde. 45,45% 30,77% 30,77% Erregerkontakt 18,52% 0 Zecken 1-3 Zecken 4-10 Zecken >10 Zecken Abb. 34: Zeckenbefallsstärke und Erregerkontakt im Frühjahr 3.8.1.2. HERBST Die Hunde wurden je nach Zeckenbefallsstärke im Herbst in 4 Gruppen (Zeckenbefallsgrade 0-3) eingeteilt. Die höchste Anzahl an Infektionen wurde in der Gruppe mit dem Zeckenbefallsgrad 0 festgestellt, allerdings ist dies zahlenmäßig auch die größte Gruppe. Bei 16 der 52 Hunde, die laut ihrer Besitzer im Herbst keinen Zeckenbefall aufwiesen, konnten 19 positive Reaktionen des Immunsystems gegenüber einem der vier untersuchten Erreger festgestellt werden. In Tabelle 38 sind die positiven Immunreaktionen im Zusammenhang mit der Zeckenbefallsintensität dargestellt. 88 Tab. 38: Zeckenbefallsstärke und Infektionen im Herbst Infektionen BefallsN N inf. grad Hunde A. phagocytophilum B. canis B. burgdorferi s. l. FSMEV gesamt Hunde 0 19 52 7 2 4 6 16 1 6 16 4 0 2 0 6 2 2 11 1 0 0 1 2 3 4 7 1 1 1 1 3 Abbildung 35 zeigt den prozentuellen Anteil an Hunden, die sich im Herbst mit einem oder mehreren der vier untersuchten Erreger auseinandersetzten, in den verschiedenen Gruppen je nach Zeckenbefallsstärke. 42,86% 37,50% 30,77% 18,18% 0 Zecken 1-3 Zecken 4-10 Zecken Erregerkontakt >10 Zecken Abb. 35: Zeckenbefallsstärke und Erregerkontakt im Herbst 3.8.2. GRUPPEN In Gruppe A konnten 18 Infektionen festgestellt werden, in Gruppe B 22 Infektionen, und 21 Infektionen betrafen Hunde der Gruppe C. Tabelle 39 und Abbildung 36 zeigen die einzelnen Infektionen in den verschiedenen Gruppen. 89 Tab. 39: Infektionen nach Gruppen A. phagocytophilum B. canis B. burgdorferi s. l. FSMEV gesamt Gruppe A 8 1 5 4 18 Gruppe B 11 2 7 2 22 Gruppe C 6 3 8 4 21 12 Anzahl Infektionen 10 8 A. phagocytophilum 6 B. canis B. burgdorferi s. l. 4 FSMEV 2 0 Gruppe A Gruppe B Gruppe C Abb. 36: Infektionen nach Gruppen Tabelle 40 zeigt die Anzahl an infizierten Hunden pro Gruppe und die Verteilung der Einfachund Mehrfachinfektionen in den verschiedenen Gruppen. Tab. 40: Infizierte Hunde und Infektionen pro Gruppe N infizierter Hunde Einfachinfektionen Doppelinfektionen Dreifachinfektionen Gruppe A 13 9 3 1 Gruppe B 18 15 2 1 Gruppe C 16 11 5 0 90 Auffallend ist, dass beim Gruppenvergleich die Anzahl an nachgewiesenen Infektionen umgekehrt proportional ist zur Anzahl an Zecken, die von den Hunden entfernt wurden (Tabelle 41). Tab. 41: Infektionen und Zecken nach Gruppen aufgegliedert Infektionen Anzahl Zecken Gruppe A 18 331 Gruppe B 22 155 Gruppe C 21 214 3.8.3. VERWENDUNGSZWECK Innerhalb des Untersuchungszeitraumes konnten 29 Infektionen bei den jagdlich genutzten Hunden und 32 Infektionen bei den Begleithunden festgestellt werden. In Tabelle 42 und Abbildung 37 sind die einzelnen Infektionen dargestellt. Tab. 42: Infektionen nach Verwendungszweck aufgegliedert A. phagocytophilum B. canis B. burgdorferi s. l. FSMEV Infektionen gesamt jagdl. genutzte Hunde 14 3 3 9 29 Begleithunde 11 3 7 11 32 91 16 Anzahl Infektionen 14 12 10 A. phagocytophilum 8 B. canis 6 B. burgdorferi s. l. FSMEV 4 2 0 jagdl. genutzte Hunde Begleithunde Abb. 37: Infektionen nach Verwendungszweck aufgegliedert Tabelle 43 zeigt die Anzahl an infizierten Hunden und die Verteilung der Einfach- und Mehrfachinfektionen nach dem Verwendungszweck der Hunde. Tab. 43: Infizierte Hunde dargestellt nach Verwendungszweck N infizierter Hunde Einfachinfektionen Doppelinfektionen Dreifachinfektionen jagdl. genutzte Hunde 23 18 4 1 Begleithunde 24 17 6 1 Bei der Aufschlüsselung nach dem Verwendungszweck bezüglich der Anzahl an Zecken, die von den Hunden entfernt wurden, und der Anzahl an nachgewiesenen Infektionen zeigte sich, dass bei den Begleithunden insgesamt weniger Zecken entfernt wurden und mehr positive Immunreaktionen festgestellt werden konnten als bei den jagdlich genutzten Hunden (Tabelle 44). Tab. 44: Infektionen und Zecken dargestellt nach Verwendungszweck Infektionen Anzahl Zecken jagdl. genutzte Hunde 29 382 Begleithunde 32 318 92 4. DISKUSSION Zecken sind blutsaugende Parasiten, die sich temporär während der einige Tage andauernden Blutmahlzeit auf ihren Wirten aufhalten (RANDOLPH, 2004). Zeckenbefall bei Hunden ist nicht nur oft den Besitzern lästig, sondern kann auch zu ernstzunehmenden gesundheitlichen Problemen ihrer Tiere führen. Je nach Befallsstärke und betroffenen Stellen kann es zu starker Beunruhigung der Tiere kommen. Durch Kratzen und Belecken der betroffenen Stellen entstehen Hautläsionen, die sich bakteriell infizieren können. Bei unsachgemäßer Entfernung der Parasiten können in der Haut des Wirtstieres verbliebene Mundwerkzeuge entzündliche Reaktionen verursachen (SCHNIEDER, 2010). Bei hochgradigem Befall ist vor allem bei Jungtieren der Blutverlust nicht zu unterschätzen. Neben den Schädigungen, die durch die Aktivitäten der Parasiten selbst hervorgerufen werden, können Zecken je nach Zeckenart und geographischer Region auch Krankheitserreger, unter anderem Protozoen, Bakterien oder Viren, auf Hunde, aber auch andere Tiere und den Menschen übertragen (OTRANTO u. WALL, 2008; CARDOSO, 2010). Die vorliegende Studie beschäftigte sich mit den Erregern A. phagocytophilum, B. canis canis, B. burgdorferi s. l. und dem FSME-Virus, die sich allesamt der Zecke als Vektor bedienen. Zielsetzung dieser Arbeit war es abzuklären, inwieweit Zeckenbefall bei Hunden im untersuchten Gebiet auftritt und welche Zecken von befallenen Hunden abgesammelt werden können. Hierzu wurden 90 Hunde für die Dauer von einem Jahr überwacht und bei Zeckenbefall wurde dieser dokumentiert und die Zecken wurden nach ihren äußerlichen Merkmalen bestimmt. Mittels dreimaliger Blutabnahmen sollten sowohl die Seroprävalenzen der durch Zecken übertragbaren Erreger A. phagocytophilum, B. canis, B. burgdorferi s. l. und FSME-Virus in den untersuchten Hunden ermittelt werden, als auch im Untersuchungszeitraum stattgefundene positive Immunreaktionen gegenüber einem oder mehreren der vier Krankheitserreger festgestellt werden. Des Weiteren wurde versucht abzuklären, inwieweit die Verwendung der Akarizida Permethrin (Exspot®) und Fipronil (Frontline®) den Zeckenbefall und damit auch einen möglichen Erregerkontakt der Hunde reduziert. Durch die Unterteilung der Hundepopulation in jagdlich genutzte Hunde und Begleithunde sollte überprüft werden, ob Unterschiede hinsichtlich Zeckenbefall, Seroprävalenzen oder Infektionsrisiko durch den Verwendungszweck der Tiere festgestellt werden können. 93 4.1. ZECKENBEFALL Bei den 700 Zecken, die im Untersuchungszeitraum von den 90 Hunden entfernt wurden, handelte es sich weit überwiegend (92.86 %) um adulte Parasiten und zu einem kleinen Anteil (7,14 %) um Nymphen. Es konnte bei keinem Hund ein Befall mit Larven festgestellt werden. Untersuchungen an von Hunden entfernten Zecken in Ungarn ergaben eine ähnliche Verteilung der Entwicklungsstadien. FÖLDVARI u. FARKAS (2005) und FÖLDVARI et al. (2007) untersuchten 900 bzw. 1424 Zecken und konnten 91,7 % bzw. 96 % adulte Stadien, 8,3 % bzw. 4 % Nymphen und ebenfalls keine Larven feststellen. Der hohe Anteil an Adulten kann dadurch erklärt werden, dass diese Stadien größere Säuger, zu denen unter anderem der Hund zählt, als Wirte bevorzugen, und Nymphen eher an kleineren Säugern, wie Kaninchen, Eichhörnchen oder Igeln, und Vögeln zu finden sind (WALL u. SHEARER, 2001; LUCIUS u. LOOS-FRANK, 2008). Als mögliche Ursache für das völlige Fehlen eines Befalls mit Larven kann ebenfalls deren Wirtswahl angesehen werden. Diese Stadien bevorzugen Mäuse und andere Kleinsäuger als Nahrungsquelle (LIEBISCH u. LIEBISCH, 2003a; LUCIUS u. LOOS-FRANK, 2008). Die unterschiedliche Größe der drei Entwicklungsstadien kann ein weiterer wichtiger Grund für diese Ergebnisse sein. Eine Infestation mit adulten Zecken ist sicherlich sehr viel leichter zu entdecken als der Befall mit Nymphen oder den noch kleineren Larven, die vor allem von ungeübten Tierbesitzern kaum mit freiem Auge zu erkennen sind. Die erwachsenen Zecken setzten sich aus 564 weiblichen und 86 männlichen Exemplaren zusammen. Auch FÖLDVARI u. FARKAS (2005) und FÖLDVARI et al. (2007) konnten sehr viel mehr weibliche (625 bzw. 1050) als männliche (200 bzw. 317) Zecken bestimmen. Eine mögliche Erklärung für das Überwiegen der Weibchen liegt im unterschiedlichen Lebenszyklus der Geschlechter. Laut STANEK (2009) saugen männliche I. ricinus praktisch kein Blut. Auch andere Autoren sind der Ansicht, dass männliche Schildzecken der Gattung Ixodes keine Blutmahlzeit zur Stimulation der Spermatogenese benötigen (SONENSHINE et al., 2002). Von männlichen D. reticulatus weiß man, dass sie vor der Kopulation eine Blutmahlzeit benötigen, wobei im Vergleich zum Weibchen aber nur sehr geringe Mengen Blut aufgenommen werden (HEILE et al., 2006; BARUTZKI et al., 2007). Laut GERN (2005) nehmen jedoch auch männliche I. ricinus sehr kleine Blutmahlzeiten ein. Dass die Männchen der verschiedenen Zeckenarten nun entweder gar kein Blut saugen oder nur in sehr geringen Mengen, kann die Ursache für deren geringe Befallszahlen sein. Eine weitere Erklärung wäre der Größenunterschied zwischen den Geschlechtern. Der Körper einer weiblichen Schildzecke kann sich während der mehrere Tage andauernden Blutmahlzeit enorm ausdehnen und am Ende ein Gewicht erreichen, das dem 60 bis 120-fachen Körpergewicht im nüchternen Zustand entspricht. Männliche Schildzecken dagegen 94 schwellen während des Saugaktes nur wenig an, ihr größeres Schild limitiert ihre Expansion, da es beim Saugakt nicht gedehnt wird (MEHLHORN u. PIEKARSKI, 2002; SONENSHINE et al., 2002). Dadurch kann ein Befall mit weiblichen Zecken leichter entdeckt werden. Eine größere Menge Blut aufzunehmen erfordert auch einen längeren Saugakt. Durch die längere Verweildauer der Weibchen auf ihren Wirten erhöht sich auch die Wahrscheinlichkeit, entdeckt zu werden. Obwohl laut LUCIUS u. LOOS-FRANK (2008) die Paarung bei der Gattung Ixodes meistens im Freien stattfindet, konnten gerade bei dieser Gattung 32 Zecken der Art I. ricinus in Kopulation vom Wirt entfernt werden. Andere Arten konnten nicht während der Paarung abgesammelt werden, möglicherweise aufgrund deren geringeren Anzahl (168 Zecken anderer Arten versus 532 I. ricinus). Die Bestimmung der im Rahmen dieser Arbeit untersuchten Zecken ergab ausschließlich Zecken der in Österreich heimischen Schildzeckengattungen Ixodes, Dermacentor und Haemaphysalis (STANEK, 2009). Die weitaus am häufigsten vertretene Art war I. ricinus mit 532 (76 %) Exemplaren, diese Art kommt auch laut STANEK (2009) in Österreich am häufigsten vor. Am zweithäufigsten konnte D. reticulatus identifiziert werden, die Anzahl betrug mit 107 (15,29 %) allerdings nur etwa annähernd ein Fünftel der gesammelten I. ricinus. H. concinna mit 54, I. canisuga mit vier und I. hexagonus mit drei Stück scheinen bei Hunden im untersuchten Gebiet nicht sehr häufig vorzukommen. Eine ähnliche Artverteilung des Zeckenbefalls konnten FÖLDVARI et al. (2007) bei Hunden in Ungarn feststellen. Auch bei dieser Untersuchung war I. ricinus (779; 57 %) am häufigsten vertreten, allerdings dicht gefolgt von D. reticulatus (563; 41 %). Ein Befall mit H. concinna (15), I. hexagonus (5) und I. canisuga (1) wurde auch hier eher selten festgestellt. Es konnten keine Nymphen der Art D. reticulatus gefunden werden, von allen anderen Arten hingegen schon. Auch FÖLDVARI u. FARKAS (2005) und FÖLDVARI et al. (2007) konnten keinen Befall mit Nymphen der Art D. reticulatus bei Hunden feststellen. Als Ursache dafür kann die Biologie und Wirtswahl der Nymphen gesehen werden. Die Jugendstadien von D. reticulatus sind nur kurz und ausschließlich im Sommer auf Wirtssuche. Sie haben eine sehr kurze Lebensdauer; wenn sie nicht innerhalb von 3-4 Wochen einen geeigneten Wirt finden, sterben sie. Sie saugen Blut an kleinen, bodenbewohnenden Säugetieren, wie Nagern und Insektenfressern, selten auch an Vögeln (ZAHLER et al., 1996; HEILE et al., 2006). Auch STEUBER u. BODE (2008) meinen, dass die Jugendstadien von D. reticulatus an frei lebenden Kleinsäugern, nicht jedoch am Hund saugen. 95 4.1.1. ZEITPUNKT Mit 505 (72,14 %) Zecken konnten während der Frühjahrssaison (bis 31. Juli) sehr viel mehr Zecken gesammelt werden als im Herbst (ab 01. August) mit nur 195 (27,86 %). Auch FÖLDVARI u. FARKAS (2005) und FÖLDVARI et al. (2007) konnten im Frühjahr höhere Befallszahlen bei Hunden feststellen als im Herbst. SZELL et al. (2006) untersuchten ebenfalls die saisonale Aktivität der Zecken in Ungarn. Im Rahmen dieser Untersuchung wurden über einen Zeitraum von 4 Jahren 4658 Zecken von getöteten Füchsen abgesammelt und auch hier konnten im Frühjahr höhere Aktivitäten als im Herbst festgestellt werden. Als möglichen Einflussfaktor auf die Ergebnisse der vorliegenden Arbeit darf jedoch die Tatsache nicht außer Acht gelassen werden, dass das Absammeln der Zecken durch die Tierbesitzer selbst geschah. Diese erklärten sich zwar freiwillig bereit, ihre Hunde täglich hinsichtlich Zeckenbefalls abzusuchen, jedoch könnte der Eifer der täglichen adspektorischen und palpatorischen Kontrolle der Hunde im Herbst schon etwas nachgelassen haben. Dadurch könnten im Herbst durchaus höhere Befallszahlen unentdeckt geblieben sein. Die monatliche Aufschlüsselung des Zeckenbefalls zeigte nahezu ganzjährige Aktivitäten (Februar bis Dezember; Jänner wurde nicht untersucht) mit biphasischem Verlauf, wobei die Aktivitätsspitzen im Frühjahr deutlich höher waren als im Herbst, alleine in den Monaten April und Mai wurden 45,86 % aller Zecken abgesammelt. Während der Aktivitätsmaxima im Herbst wurden in den Monaten September und Oktober nur 17,71 % aller Zecken gesammelt. Auch in anderen Arbeiten konnte ganzjähriger Zeckenbefall mit höchsten Aktivitätsperioden im Frühjahr in den Monaten März (FÖLDVÁRI u. FARKAS, 2005), April (FÖLDVÁRI et al., 2007) und Mai (SZÉLL et al., 2006) und geringeren Anstiegen im Herbst mit Maxima im September (FÖLDVÁRI u. FARKAS, 2005) und im Oktober (SZÉLL et al., 2006; FÖLDVÁRI et al., 2007) nachgewiesen werden. Diese Ergebnisse zeigen die Notwendigkeit bei Hunden, die regelmäßig in Zeckenhabitate geführt werden, eine nahezu ganzjährige Zeckenprophylaxe durchzuführen und sich nicht nur auf die Perioden höchster Aktivitäten im Frühjahr und Herbst zu beschränken. Bei der Betrachtung der Aktivitäten der verschiedenen Zeckenarten ergaben sich beträchtliche Unterschiede. Während bei I. ricinus und D. reticulatus ein deutlich biphasischer Verlauf zu erkennen war, zeigte H. concinna eine monophasische Aktivität. Ein Befall mit dieser Zeckenart konnte nur von März bis September festgestellt werden und die Aktivitätsmaxima lagen in den Monaten Juni und Juli. Diese monophasische Aktivität von H. concinna in den Sommermonaten wurde auch in anderen Untersuchungen beobachtet (FÖLDVÁRI u. FARKAS, 2005; SZÉLL et al., 2006). D. reticulatus hingegen konnte zwischen 96 der Frühjahrs- und Herbstaktivität in den Monaten Juni und Juli überhaupt nicht entdeckt werden, da die adulten Stadien dieser Art nur im zeitigen Frühjahr (Januar bis Mai) und dann wieder im Herbst/Winter (August bis Dezember) aktiv sind (ZAHLER et al., 1996; HEILE et al., 2006) und im Rahmen dieser Arbeit nur Adultzecken gesammelt wurden. I. ricinus konnte als einzige Art während des gesamten Untersuchungszeitraumes nachgewiesen werden. Dies stimmt mit den Ergebnissen anderer Untersuchungen überein (SZÉLL et al., 2006; FÖLDVÁRI et al., 2007). HORNOK (2009) untersuchte die saisonalen Aktivitäten von 1479 Adultzecken in Ungarn, die mittels Flaggen von der Vegetation gesammelt wurden. Er kam zu den gleichen Ergebnissen hinsichtlich der monatlichen Aktivitäten von I. ricinus, D. reticulatus und H. concinna wie in dieser Arbeit. Somit dürften sich die Ergebnisse nicht nur auf den Befall bei Hunden beschränken, sondern die allgemeine Aktivität und Wirtssuche dieser Zeckenarten widerspiegeln. 4.1.2. BEFALLSGRAD Die Zeckenbefallsintensität der einzelnen Hunde wurde nach den Richtlinien der World Association for the Advancement of Veterinary Parasitology (MARCHIONDO et al., 2007) in verschiedene Befallsgrade eingeteilt, wobei kein Zeckenbefall dem Befallsgrad 0, 1-3 Zecken dem Befallsgrad 1 (ggr. Befall), 4-10 Zecken dem Befallsgrad 2 (mgr. Befall) und mehr als 10 Zecken dem Befallsgrad 3 (hgr. Befall) entsprechen. 73,26 % der Hunde zeigten innerhalb des Untersuchungszeitraumes gering- bis hochgradigen Zeckenbefall. Da für eine Übertragung von Krankheitserregern schon der Befall mit einer einzigen Zecke ausreicht, und einzelne Zecken durchaus auch mehrere Erreger gleichzeitig beherbergen können (HILDEBRANDT et al., 2003; GLATZ et al., 2005; WÓJCIK-FATLA et al., 2009), spiegelt sich in diesen Ergebnissen das Risiko eines Hundes in diesem Gebiet wieder, mit Erregern zeckenübertragener Krankheiten in Kontakt zu treten. Bei 23 Hunden konnte während des gesamten Untersuchungszeitraumes kein Zeckenbefall festgestellt werden. Bei diesen Hunden stellt sich allerdings die Frage, ob tatsächlich kein Befall stattfand, oder nur von den Besitzern nicht entdeckt wurde. Bei der Betrachtung der halbjährlichen Auswertung ist auffallend, dass im Herbst mit 52 Hunden die Anzahl an Tieren, die keinen Zeckenbefall aufwiesen, fast doppelt so hoch war wie im Frühjahr mit 27 Hunden. Dies kann einerseits durch die unterschiedlichen jahreszeitlichen Aktivitäten der Zecken (s. Punkt 4.1.1.) erklärt werden, und andererseits sollte wiederum eine nachlassende Motivation der Tierbesitzer im sorgfältigen Absuchen ihrer Hunde gegen Ende der Studie in Betracht gezogen werden. 97 4.1.3. KÖRPERHÖHE Die Hunde wurden in kleine (≤ 30 cm Schulterhöhe), mittelgroße (> 30 cm bis ≤ 60 cm Schulterhöhe) und große (> 60 cm Schulterhöhe) Hunde unterteilt. Die Gruppe der kleinen Hunde war mit nur 5 Tieren zu klein, um Aussagen bezüglich eines Zusammenhangs zwischen Körperhöhe und Zeckenbefall zu treffen. Vergleicht man die Zeckenbefallsintensitäten der mittelgroßen (N=43) und großen Hunde (N=38), so konnte kein statistisch signifikanter Zusammenhang festgestellt werden, jedoch ist auffallend, dass in der Gruppe der mittelgroßen Tiere mit 14 Hunden doppelt so viele hochgradigen Befall aufwiesen wie in der Gruppe der großen Hunde mit nur sieben Tieren. Keinen Zeckenbefall hingegen wiesen nur sieben mittelgroße Hunde, aber 13 große Hunde auf. Auch die durchschnittlichen Zeckenbefallszahlen pro Hund dieser beiden Gruppen (10,65 versus 5,71) deuten darauf hin, dass mittelgroße Hunde ein höheres Risiko aufweisen, von Zecken befallen zu werden, als Hunde mit einer Schulterhöhe über 60 cm. KIRTZ et al. (2003) konnten in ihrer Seroprävalenzstudie einen prozentual höheren Anteil an FSME-Virus seropositiven Tieren bei Hunden größerer Rassen feststellen. Sie vermuteten einen Zusammenhang mit der Lebensweise der Zecken, die sich in der Vegetation meistens in einer Höhe von 50 -150 cm aufhalten, sodass größere Hunde diese beim Durchstreifen durchs Gebüsch häufiger abstreifen als kleinere Hunde. Diese Vermutung konnte in der vorliegenden Arbeit nicht bestätigt werden, möglicherweise wurde aber auch die Grenze zwischen mittelgroßen und großen Hunden mit 60 cm zu hoch angesetzt. 4.1.4. HAARLÄNGE Eine Unterteilung der Hunde erfolgte nach Rassedefinition in langhaarige (N=36), drahthaarige (N=22) und kurzhaarige (N=28) Tiere. Bezüglich der Zeckenbefallsintensität und der Haarlänge der Hunde konnte kein statistisch signifikanter Zusammenhang festgestellt werden. Auch bei den mittleren Zeckenbefallszahlen konnten in allen drei Gruppen mit Werten von 7,04 bis 8,82 Zecken pro Hund keine großen Unterschiede festgestellt werden. Zecken bewegen sich Minuten bis mehrere Stunden am Wirt, ehe sie eine geeignete Stichstelle gefunden haben und mit dem Saugakt beginnen (SONENSHINE et al., 2002; LIEBISCH u. LIEBISCH, 2003a). Es wäre daher zu erwarten, dass kurzhaarige Hunde weniger Zeckenbefall aufweisen, da auf kurzem, glatten Haarkleid die Gefahr für eine Zecke während sie sich auf dem Wirt bewegt, wieder herunterzufallen oder abgestreift zu werden, sehr viel größer ist. Andererseits sollte ein Befall bei kurzhaarigen Tieren leichter zu entdecken sein. Wenn nun kurzhaarige Hunde tatsächlich von weniger Zecken befallen werden, diese aber bei lang- und drahthaarigen Hunden schwieriger zu entdecken sind und 98 damit leichter übersehen werden, wäre dies eine Erklärung dafür, dass hinsichtlich der Zeckenbefallsintensitäten der Hunde verschiedenen Haarkleides keine signifikanten Unterschiede gefunden werden konnten. 4.1.5. VERWENDUNGSZWECK Bei den jagdlich genutzten Hunden konnte ein geringgradig höherer Zeckenbefall (382 Zecken) als bei den Begleithunden (318 Zecken) festgestellt werden. Dies entspricht der Annahme, dass jagdlich geführte Hunde einem sehr hohen Zeckenbefallsrisiko ausgesetzt sind (MARCHIONDO et al., 2007; SCHNIEDER, 2010). Bei beiden Gruppen war wie erwartet I. ricinus bei weitem am häufigsten. Von den jagdlich genutzten Hunden konnten mehr als doppelt so viele Zecken der Art D. reticulatus entfernt werden. Adulte Stadien dieser Zeckenart parasitieren vor allem an größeren Wildtieren wie Rehen und Wildschweinen und daher auch an Haustieren, die sich in diesem Biotop aufhalten, wie jagdlich geführte Hunde (LÖWENSTEIN u. HÖNEL, 1999). Ein Befall mit I. canisuga, der Fuchszecke, die vorzugsweise an Füchsen und Mardern saugt, und daher besonders an Jagdhunden zu finden ist (LÖWENSTEIN u. HÖNEL, 1999), konnte entgegen den Erwartungen nur bei Begleithunden festgestellt werden. Auch Zecken der Art I. hexagonus konnten nur von Begleithunden, nicht aber von jagdlich geführten Hunden entfernt werden. OGDEN et al. (2000) untersuchten den Zeckenbefall bei Hunden aus städtischer und ländlicher Umgebung. Sie konnten einen Befall mit I. hexagonus häufiger bei Tieren aus städtischen und vorstädtischen Haushalten feststellen, deren Zeckenexposition vorwiegend in städtischen Parks stattfand, als bei Tieren, die in Waldgebiete geführt wurden. Sie vermuteten die Ursache darin, dass die bevorzugten Wirte von I. hexagonus, vor allem der Igel als Hauptwirt, in größerer Dichte in Parks und Gärten vorzufinden sind. Dies könnte auch die Erklärung für diese Ergebnisse sein, da Jagdhunde eher in Waldgebieten und Begleithunde eher in Parkanlagen und Gärten exponiert sind. Bei beiden Gruppen konnten im Frühjahr mehr Zecken als im Herbst entfernt werden. Da Jagdhunde das ganze Jahr über im Revier geführt werden, konnte bei Hunden dieses Verwendungszweckes auch kein höheres Zeckenbefallsrisiko im Herbst erwartet werden. Hinsichtlich der Zeckenbefallsintensitäten konnten zwar insgesamt bei mehr Begleithunden die Befallsgrade 0 und 1, und bei mehr jagdlich genutzten Hunden die Befallsgrade 3 und 4 festgestellt werden, diese Unterschiede waren jedoch statistisch nicht signifikant und spiegeln nur das etwas höhere Zeckenbefallsrisiko wieder, dem Jagdhunde durch ihren Verwendungszweck ausgesetzt sind. 99 4.1.6. STICHSTELLE Zecken können zwar prinzipiell überall am Körper des Wirtstieres gefunden werden, als Prädilektionsstellen gelten jedoch dünn behaarte Körperpartien mit dünner Haut an Kopf, Ohren, Achseln, Interdigitalspalt, Inguinal- und Perianalbereich (SCHNIEDER, 2010). In dieser Arbeit konnten mit 14,9 % die meisten Zecken von der dorsalen Fläche des Kopfes entfernt werden, dicht gefolgt von den Ohren mit 14,3 % und der ventralen Brust/Bauchfläche mit 12 %. Teilt man den Hundekörper in weniger Regionen, so wurden mit 23,1 % die meisten Zecken vom Hals (dorsal und ventral) entfernt, gefolgt vom Kopf (dorsal und ventral) mit 17,9 % und den Ohren mit 14,3 %. Alleine von den Bereichen Kopf, Hals und Ohren wurden 55,3 % aller Zecken entfernt. Die Regionen Rücken, seitlicher Rumpf, Anogenitalregion, Achsel, Leiste und Extremitäten schienen weniger bevorzugt. Möglicherweise erfolgt der Erstkontakt mit den Parasiten an Kopf, Hals und Ohren beim Schnüffeln der Hunde und diese Bereiche werden dadurch auch gleich vermehrt als Stichstellen genutzt. Auch LESCHNIK et al. (2010) konnten die meisten Zecken vom Kopf, Hals und ventralen Abdomen von Hunden entfernen. FÖLDVARI et al. (2005) fanden die Prädilektionsstellen für Zeckenbefall bei Hunden an Kopf, Hals und den Extremitäten, letztere erachtete in der vorliegenden Studie nur ein Anteil von 8,1 % aller Zecken als geeignete Stichstelle. Auch PAPAZAHARIADOU et al. (2003) kamen zu ähnlichen Ergebnissen. In ihrer Studie waren die am meisten befallenen Körperregionen des Hundes in absteigender Reihenfolge Ohren, Hals, interdigitale Hautfalten, Rumpf, Kopf, Ventrum, Extremitäten und Schwanz. Bei der Auswertung der Stichstellen hinsichtlich verschiedener Fellfarben konnten sehr interessante Ergebnisse gefunden werden. Bei mehrfarbigen Hunden, deren Haarkleid aus weißem und braunem und/oder schwarzem Fell bestand, konnte eine hoch signifikante Vorliebe der Zecken für weißes Fell festgestellt werden. Die bevorzugten Stichstellen Kopf, Hals und Ohren waren bei diesen Hunden hauptsächlich von dunkler Fellfarbe, nur sieben Hunde wiesen am Hals und zwei Hunde an der Nase Areale mit weißem Fell auf, kein einziges Tier hatte weiße Ohren. Die einfachste Erklärung für diese Ergebnisse wäre, dass Zecken in weißem Fell sehr viel leichter entdeckt werden können als in braunem oder schwarzem Fell und dadurch nur der Eindruck eines höheren Zeckenbefalls in Bereichen mit weißem Haarkleid entsteht. Eine andere Möglichkeit bestünde darin, dass Zecken tatsächlich unpigmentierte Hautbezirke bevorzugen. Zecken der Gattung Dermacentor besitzen Augen, Ixodes spp. und Haemaphysalis spp. jedoch nicht (KUTZER, 2000; WALL u. SHEARER, 2001). Es wäre sehr interessant herauszufinden, ob jene Zecken, die Augen besitzen, mit diesen auch Hell-/Dunkelunterschiede wahrnehmen können oder ob Zecken durch andere Sinne eine möglicherweise andere Beschaffenheit unpigmentierter Hautoberflächen 100 wahrnehmen können, da 81,01 % der Zecken, die bei den mehrfarbigen Hunden in Bereichen mit weißem Haarkleid entdeckt wurden, den augenlosen Arten I. ricinus und H. concinna angehören und nur bei vier dieser Hunde ein Befall mit D. reticulatus in weißen Fellbezirken festgestellt wurde. Hier eröffnet sich ein breites Spektrum an ungeklärten Fragen für weiterführende Untersuchungen. 4.2. ZECKENPROPHYLAXE Gruppe A diente als unbehandelte Kontrollgruppe, in der während des gesamten Untersuchungszeitraumes auf jegliche Akarizidbehandlung verzichtet wurde, in Gruppe B wurde ausschließlich 65% Permethrin spot-on (Exspot®, Fa. Essex, Deutschland) angewandt und in Gruppe C ausschließlich 10% Fipronil spot-on (Frontline®, Fa. Merial, Frankreich). 4.2.1. BEFALL Die meisten Zecken wurden wie erwartet von den Hunden der Kontrollgruppe entfernt. In Gruppe B konnten um 53,17 % weniger Zecken entdeckt werden, also nicht einmal halb soviele wie in Gruppe A. In Gruppe C konnten immerhin um 35,35 % weniger Zecken entfernt werden als in der Kontrollgruppe. Hinsichtlich der Zeckenbefallsintensitäten der einzelnen Hunde in den verschiedenen Gruppen konnten keine statistisch signifikanten Unterschiede festgestellt werden. Auffallend ist jedoch, dass die meisten Hunde mit hochgradigem Zeckenbefall in Gruppe A zu finden waren. Als große Einschränkung muss hier erwähnt werden, dass sich viele Hundebesitzer nicht an die vom Hersteller angegebenen Applikationsintervalle von Exspot® und Frontline® hielten, wie es zu Studienbeginn vereinbart worden war. Den meisten Besitzern ist die Wichtigkeit der Einhaltung offensichtlich nicht bewusst. Viele verabreichten die Präparate zu Beginn regelmäßig, später dann sobald wieder Zecken am Hund beobachtet wurden. Dadurch konnte für die meisten Hunde in den Gruppen B und C kein kontinuierlicher Schutz vor Zeckenbefall durch Exspot® bzw. Frontline® im Untersuchungszeitraum gewährleistet werden. Somit kann nur festgestellt werden, dass der temporäre Einsatz von Akarizida den Zeckenbefall, soweit vom Besitzer bemerkt, deutlich senkt und zwar bei Exspot® sehr viel mehr als bei Frontline®. Als weitere Einschränkung ist zu erwähnen, dass zwar nur gesogene Zecken von den Besitzern gesammelt wurden, aber die Vitalität der Zecken zum Zeitpunkt des Entdeckens unbekannt ist. Akarizida sind Stoffe, die Zecken abtöten, jedoch nicht ein Stechen und Anhaften der Parasiten verhindern, bevor sie dem tödlichen Effekt erliegen 101 (MARCHIONDO et al., 2007). Es wäre möglich, dass bereits abgetötete, aber noch an den Hunden festsitzende Zecken abgesammelt wurden. Dadurch ist zwar die Wirksamkeit der Akarizida gegeben, von den Besitzern wird jedoch nur der Befall (auch mit noch angehefteten, aber bereits toten Zecken) ihrer Hunde registriert und als Wirkungslosigkeit der Präparate interpretiert. Hier liegt es an den TierärztInnen, Aufklärungsarbeit über das Wirkungsprinzip und damit zu erwartende Effekte der Präparate zu leisten um die Besitzercompliance zu erhöhen. Anders verhält es sich mit Stoffen, die neben der akariziden auch eine repellierende Wirkung besitzen. Repellentien sind Arthropoden-abwehrende Stoffe, die durch ihre abschreckende Wirkung Zecken dazu veranlassen, den behandelten Wirt zu meiden oder zu verlassen und ein Stechen und Ansaugen von Zecken verhindern (UNGEMACH, 2006; MARCHIONDO et al., 2007). Fipronil besitzt nur akarizide Wirkung (HAGIMORI et al., 2005; UNGEMACH, 2006), Permethrin verfügt neben der akariziden auch über eine starke repellierende Wirkung (KNIPPER, 2006; FREYMARK u. DOYLE, 2007). In Gruppe B sollten also theoretisch aufgrund der zusätzlichen repellierenden Wirkung keine bereits abgetöteten, aber angesaugten Zecken innerhalb der Wirkungsperiode des Präparates entfernt worden sein. Der geringere Gesamtzeckenbefall in dieser Gruppe könnte durch den anscheinend vorhandenen zusätzlich repellierenden Effekt erklärt werden. 4.2.2. ANWENDUNGEN Innerhalb des Untersuchungszeitraumes wurden von den Hundebesitzern in der Gruppe B bei 29 Hunden 102 Anwendungen mit Exspot® und in der Gruppe C bei 30 Hunden 93 Anwendungen mit Frontline® durchgeführt. Betrachtet man den Zusammenhang zwischen Anwendungsfrequenz und Zeckenbefallsstärke beider Gruppen, so kann bei höheren Anwendungsfrequenzen kein kontinuierlich positiver Effekt festgestellt werden. Bei jenen Hunden, bei denen drei Anwendungen vorgenommen wurden, konnte zwar ein höherer Anteil an Hunden ohne Zeckenbefall festgestellt werden als bei jenen Hunden, bei denen nur zwei Anwendungen durchgeführt wurden. In der Gruppe der Hunde, bei denen mehr als drei Anwendungen vorgenommen wurden, konnte jedoch entgegen den Erwartungen der geringste Anteil an Hunden ohne Zeckenbefall und der höchste Anteil an Hunden mit hochgradigem Befall festgestellt werden. Ähnlich wenig aussagekräftige Ergebnisse zeigen sich bei den Einzelauswertungen der beiden Gruppen hinsichtlich Anwendungsfrequenz und Zeckenbefallsintensität. Am deutlichsten konnten die unerwarteten Ergebnisse in Gruppe C dargestellt werden. Bei jenen Hunden, bei denen mehr als drei Anwendungen durchgeführt wurden, stieg der prozentuale Anteil an Hunden von Befallsgrad 0 bis drei kontinuierlich an. Es scheint, als hätte bei nur temporärem Einsatz von Akarizida deren Anwendungsfrequenz 102 geringen Einfluss auf den Gesamtzeckenbefall der Hunde. Bei höheren Anwendungsfrequenzen verringern sich zwar die Zeitperioden ohne Schutzwirkung der Akarizida, jedoch kann je nach Exposition der Hunde auch innerhalb kurzer Zeitspannen hochgradiger Befall auftreten, vor allem während der saisonalen Hauptaktivitätsphasen der Zecken (s. Punkt 4.1.1.). Viele Hundebesitzer setzten die Präparate auch erst nach beobachtetem Zeckenbefall wieder ein. Dadurch könnte bei höheren Anwendungsfrequenzen ein durchaus höherer Gesamtzeckenbefall erklärt werden. 4.2.3. SCHUTZZEITEN Exspot® enthält 65 % Permethrin und wird laut Gebrauchsinformation über einen Zeitraum von 4 Wochen zur Bekämpfung (Repellens/Prävention und Behandlung) von Zecken des Hundes angewendet. Frontline® spot on enthält 10 % Fipronil und wird laut Gebrauchsinformation über einen Zeitraum von 4 Wochen zur Vorbeugung und Behandlung bei Hunden gegen Zecken angewendet. Da in den Gruppen B und C viele Hundebesitzer die jeweiligen Präparate nicht exakt alle 4 Wochen angewendet hatten, ergab sich für die meisten Hunde nur ein temporärer Schutz durch die Akarizida (Schutzzeit), und eine Zeit, in der laut Herstellerangaben kein ausreichender Schutz gewährleistet war (keine Schutzzeit). Da sich die Wirkstoffe beider Präparate innerhalb von 24 Stunden über die Körperoberfläche des behandelten Hundes verteilen (KNIPPERS 2007, Gebrauchsinformation Frontline® spot on), wurde der Applikationstag als Tag 0 und erst der darauf folgende Tag als Tag 1 und damit Beginn der Schutzzeit festgelegt, am Tag 28 endet gemäß der Wirksamkeitsdauer der Akarizida die Schutzzeit. Bei der Auftrennung des Zeckenbefalls, ob dieser innerhalb oder außerhalb der Schutzzeit stattfand, zeigt sich, dass in Gruppe B annähernd ein Drittel aller Zecken innerhalb der Schutzzeit von den Hunden entfernt wurde. In Gruppe C wurde sogar fast die Hälfte aller Zecken innerhalb der Schutzzeit von den Hunden entfernt. Bei der Auswertung, wie viele Tage nach der Applikation des jeweiligen Akarizides Zecken entdeckt und entfernt werden konnten zeigt sich, dass in beiden Gruppen nahezu während der gesamten Schutzzeit Zeckenbefall registriert wurde. Am deutlichsten waren die Ergebnisse in Gruppe C, bei den mit Frontline® behandelten Hunden wurden außer an den Tagen 1 und 20 an jedem Tag innerhalb der Schutzzeit Zecken von den Hunden entfernt. Bei Exspot® konnte eine 100%ige Wirkung immerhin an 9 Tagen innerhalb der Schutzzeit festgestellt werden, diese Tage ohne Zeckenbefall lagen vor allem in der Mitte der Wirksamkeitsperiode. Da es sich bei dieser Untersuchung um eine Feldstudie handelte, sollte berücksichtigt werden, dass nicht an jedem Tag und nicht für jeden Hund der gleiche Infestationsdruck herrschte. ENDRIS et al. (2002) konnten jedoch im direkten Vergleich der beiden Wirkstoffe 103 in einer Laborstudie ebenfalls für Permethrin eine bessere Wirksamkeit und Repellenswirkung als für Fipronil feststellen. Als Einschränkung dieser scheinbar unzureichenden Wirksamkeit der Präparate in der vorliegenden Studie muss wieder erwähnt werden, dass möglicherweise auch zwar festsitzende aber bereits abgetötete Parasiten entfernt wurden, wodurch die akarizide Wirksamkeit gegeben wäre. Diese Einschränkung bezieht sich vor allem auf die Gruppe C, da Fipronil kein Repellens ist und es dadurch auch nach einer Behandlung mit Frontline® vorkommen kann, dass Zecken den Hund befallen, stechen und mit der Blutmahlzeit beginnen, bevor sie sterben (CRUTHERS et al., 2001). Da Permethrin neben einer akariziden auch über eine starke repellierende Wirkung verfügt (KNIPPER, 2006; FREYMARK u. DOYLE, 2007), hätte theoretisch in Gruppe B nach der Behandlung mit Exspot® innerhalb der Schutzzeiten ein Stechen und Ansaugen von Zecken größtenteils verhindert werden sollen. Diese zusätzliche Repellenswirkung kann eine Erklärung für die geringere Anzahl an innerhalb der Schutzzeiten entfernten Zecken im direkten Vergleich der beiden akarizidbehandelten Gruppen sein. Betrachtet man jedoch nur die Ergebnisse der Gruppe B alleine, so kann keine gute repellierende Wirkung von Exspot® festgestellt werden. In kontrollierten Laborstudien konnten nach experimenteller Infestation sehr gute Wirksamkeiten sowohl von Fipronil (WIEDEMANN, 2000; POLLMEIER et al., 2001; BONNEAU et al., 2010) als auch von Permethrin (ENDRIS et al., 2002; FREYMARK u. DOYLE, 2007) gegen Zecken bei Hunden festgestellt werden. Im Gegensatz zu Laborstudien müssen bei Feldstudien zahlreiche mögliche Einflussfaktoren, wie Sonnenlicht, Regen, Schwimmen oder Baden der Tiere berücksichtigt werden. Ein natürlicher Infestationsdruck, die Sensitivität verschiedener Zeckenarten sowie klimatische und geographische Gegebenheiten könnten ebenfalls die Wirksamkeit der Präparate beeinflussen (MARCHIONDO et al., 2007; STEUBER u. BODE, 2008). Im Hinblick auf die vorliegende Feldstudie muss außerdem berücksichtigt werden, dass die Anwendung der Präparate durch die Tierbesitzer selbst geschah, dadurch können auch mögliche Fehler in der Anwendung, wie zum Beispiel ein Auftragen der Akarizida auf das Fell und nicht auf die Haut der Tiere, nicht ausgeschlossen werden. Eine weitere Ursache für diese Ergebnisse könnte in einer Resistenzentwicklung liegen, da in Gebieten mit starker Verbreitung von Zecken und entsprechend hohem Akarizid-Einsatz bereits Resistenzen, vor allem gegen Pyrethroide, bestehen (DUSCHER et al., 2010). In beiden Gruppen waren die meisten Zecken zum Zeitpunkt ihrer Entfernung bereits deutlich vollgesogen, wodurch auf mehrere Tage andauernde Blutmahlzeiten geschlossen werden kann, egal, ob die Zecken bei der Entfernung noch lebten oder nicht. Daraus ergibt sich die Frage nach der zeitlichen Dauer, in der die akarizide Wirkung einsetzt und die Parasiten abgetötet werden. Diese Zeitspanne ist durch die Funktion der Zecken als Vektoren von Krankheitserregern von größter Bedeutung. Um eine Übertragung zu 104 verhindern muss die Abtötungszeit der Zecke kürzer sein als die Übertragungszeit der Erreger. Untersuchungen über die minimal erforderlichen Übertragungszeiten von A. phagocytophilum und B. burgdorferi s. l. ergaben, dass diese beiden Erreger innerhalb von 24 Stunden nach dem Anheften und Beginn der ersten Blutaufnahme übertragen werden können (KAHL et al., 1998; DES VIGNES et al., 2001; HEILE et al., 2007). Das FSME-Virus wird sofort nach dem Zeckenstich, innerhalb der ersten Minuten der Blutmahlzeit, auf den neuen Wirt übertragen (HOFMANN, 1994) und auch B. canis kann durch männliche Zecken, die bereits einmal Blut gesogen haben, sofort nach dem Stich übertragen werden (HEILE et al., 2007). Durch ein Akarizid, das Zecken innerhalb von 24-48 Stunden nach dem Anheften abtötet, kann somit eine Erregerübertragung nicht verhindert werden, Stoffe mit zusätzlich repellierender Wirkung sollten dies vermögen, da ein Anheften und Stechen der Zecken durch Repellentien verhindert werden soll. Da Fipronil kein Repellens ist und es dadurch auch nach einer Behandlung mit Frontline® vorkommen kann, dass Zecken den Hund befallen, stechen und mit der Blutmahlzeit beginnen bevor sie sterben (CRUTHERS et al., 2001), und laut Herstellerfirma die Zeitspanne zwischen Kontakt und Abtötung der Zecken bis zu 48 Stunden betragen kann, scheint dieser Wirkstoff zur Prävention zeckenübertragener Krankheiten prinzipiell ungeeignet. Die Ergebnisse dieser Studie bestätigen dies, da fast die Hälfte der Zecken in Gruppe C innerhalb der Schutzzeit von den Hunden entfernt wurden. Permethrin verfügt neben einer akariziden auch über eine starke repellierende Wirkung (KNIPPER, 2006; FREYMARK u. DOYLE, 2007). Die Ergebnisse der vorliegenden Feldstudie zeigen jedoch für Permethrin keine gute Repellenswirkung, da fast ein Drittel aller Zecken innerhalb der Wirkungsperiode von Exspot® von den Hunden entfernt wurde. Dadurch erscheint auch Permethrin ungeeignet zur Verhinderung einer Erregerübertragung. 4.3. A. PHAGOCYTOPHILUM 4.3.1. SEROPRÄVALENZ Bei der ersten Blutuntersuchung konnten in 42,22 % der Proben Antikörper gegen A. phagocytophilum nachgewiesen werden. Im Sommer stieg die Seroprävalenz auf 46,67 % und bei der dritten Blutuntersuchung wieder im Winter lag sie schließlich bei 55,81 %. Ähnliche Ergebnisse finden sich bei KIRTZ et al. (2007). Bei ihrer retrospektiven Studie wurden die Seren von 1470 Hunden aus ganz Österreich, unabhängig vom klinischen Zustand, über sechs Jahre untersucht. Es wurde eine Seroprävalenz von 56,5 % ermittelt. 41 dieser Hunde kamen aus dem Burgenland, hier lag der Anteil an seropositiven Tieren sogar bei 65,9 %. Auch in unseren Nachbarländern scheint der Erreger weit verbreitet zu 105 sein. In Deutschland konnte bei 1124 beprobten Hunden, die aufgrund ihrer Anamnese mit einer A. phagocytophilum-Infektion in Verbindung gebracht wurden, eine Seroprävalenz von 50,1 % ermittelt werden (BARUTZKI et al., 2006). In einer weiteren deutschen Untersuchung betrug der Anteil an seropositiven Hunden 43,2 %, wobei kein signifikanter Unterschied zwischen symptomatischen und asymptomatischen Hunden festgestellt werden konnte (JENSEN et al., 2007). Bei einer Studie in Tschechien betrug die Seroprävalenz 25,9 %, auch hier konnte kein signifikanter Unterschied zwischen gesunden Hunden und Hunden mit klinischen Symptomen festgestellt werden (KYBICOVÁ et al., 2009). Von 245 zufällig ausgewählten deutschen Hundeseren waren nur 19 % seropositiv (SCHAARSCHMIDTKIENER u. MÜLLER, 2007). Andere Studien in Europa finden deutlich niedrigere Seroprävalenzen. In der Schweiz konnten PUSTERLA et al. (1998) bei 7,5 % der untersuchten Hunde Antikörper gegen A. phagocytophilum nachweisen, allerdings konnte in dieser Untersuchung ein signifikanter Unterschied zwischen symptomatischen (15 % seropositiv) und asymptomatischen (3,4 % seropositiv) Hunden festgestellt werden. In Spanien wurde eine Seroprävalenz von 5,01 % (AMUSATEGUI et al., 2008) und in Italien von 8,8 % (EBANI et al., 2008) ermittelt. EGENVALL et al. (2000a) konnten in Schweden bei Hunden ohne klinischem Verdacht auf eine Infektion mit A. phagocytophilum einen Anteil von 17,7 % an seropositiven Tieren feststellen. Eine Serokonversion erfolgt üblicherweise ca. 8 Tage p. i. (CARRADE et al., 2009). Ein positiver Antikörper-Titer ist nicht mit einer Erkrankung gleichzusetzen, da seropositive Hunde sowohl akut erkrankt als auch klinisch gesund sein können. Ein positiver Titer resultiert aus einem vorangegangenen Erregerkontakt, der jedoch auch mehrere Monate zurückliegen kann (KOHN et al., 2008; CARRADE et al., 2009). Persisitierende Antikörper konnten bei gesunden Hunden bis zu 12 Monaten p. i. nachgewiesen werden (POITOUT et al., 2005). Bei den im Rahmen der Blutuntersuchungen durchgeführten klinischen Untersuchungen konnten bei keinem Hund Anzeichen für eine klinisch manifeste Infektion mit A. phagocytophilum festgestellt werden und auch die Befragungen der Besitzer über das Auftreten klinischer Symptome, durchgeführter Diagnostik und Therapie bezüglich einer Infektion mit A. phagocytophilum ergaben keine Hinweise auf eine vor oder während der Studie durchgemachte Infektion mit diesem Erreger. Die molekularbiologische Untersuchung auf A. phagocytophilum-DNA mittels PCR ergab bei allen untersuchten Blutproben ein negatives Ergebnis. Die positiven serologischen Ergebnisse resultieren somit allesamt aus vorangegangenen subklinischen Infektionen. 23 Hunde waren bei allen drei Blutuntersuchungen serologisch positiv ohne Nachweis einer frischen Infektion. Sie zeigten gleich bleibende, fallende oder nicht signifikant steigende Titer innerhalb des Untersuchungszeitraumes. Bei diesen Hunden ist der Zeitpunkt der Infektion unbekannt, es konnte jedoch gezeigt werden, dass Antikörper bei klinisch gesunden Hunden über 106 mindestens 12 Monate persistieren können. Bedenkt man zusätzlich, dass bei der dritten Blutuntersuchung 55,81 % der allesamt klinisch gesunden Hunde serologisch positiv waren, unterstreichen diese Ergebnisse die Sinnlosigkeit einer einmaligen serologischen Untersuchung für eine Diagnosestellung, da keine Antikörper sondern Erreger therapiert werden sollten. Zusätzlich könnte im akuten Krankheitsfall bei einer Erstinfektion die serologische Untersuchung ein negatives Resultat ergeben, da eine Serokonversion erst nach dem Einsetzen klinischer Symptome erfolgen kann (CARRADE et al., 2009). Auch laut BJÖERSDORFF (2005) ist aufgrund einer einmaligen serologischen Untersuchung eine Diagnosestellung nicht möglich, zum Nachweis einer Infektion sind paarige Serumproben nötig, in denen eine mindestens vierfache Titererhöhung nachgewiesen werden kann. Der mikroskopische Erregernachweis im gefärbten Blutausstrich oder die Untersuchung mittels PCR bieten weitere Möglichkeiten zur Diagnosestellung (BJÖERSDORFF, 2005; KIRTZ et al., 2005). Bei einer Studie in Schweden konnte jedoch gezeigt werden, dass A. phagocytophilum in Hunden persistieren kann. Nach experimenteller Infektion und anschließender scheinbarer Eliminierung des Erregers konnte 6 Monate später durch Glucocorticoidgaben eine neuerliche Bakteriämie ausgelöst werden. Auch bei natürlich infizierten Hunden könnte es durch Stresssituationen oder Immunsuppression zu einem Wiederaufflammen latenter Infektionen kommen (EGENVALL et al., 2000b). Chronisch infizierte, asymptomatische Hunde haben außerdem das Potential, zur Erreger- bzw. Krankheitsverbreitung beizutragen (GREIG u. ARMSTRONG, 2006). In der vorliegenden Studie konnte bei mehr als jedem zweiten Hund ein stattgefundener Erregerkontakt mit A. phagocytophilum nachgewiesen werden. Diese Ergebnisse zeigen die Wichtigkeit der Zeckenprophylaxe in diesem Gebiet mit akariziden und repellierenden Wirkstoffen, um einerseits natürlich Infektionen, andererseits aber auch eine Verbreitung infizierter Zecken in nicht endemische Gebiete zu vermeiden. 4.3.2. INFEKTIONEN Bei 25 Hunden konnte innerhalb des Untersuchungszeitraumes eine positive Reaktion des Immunsystems gegenüber dem Erreger A. phagocytophilum festgestellt werden. Das Risiko, innerhalb eines Jahres Erregerkontakt zu erfahren, liegt demnach bei 29,07 %. Hinsichtlich der Jahreszeit konnten keine großen Unterschiede festgestellt werden, da 12 Infektionen im Frühjahr und 13 Infektionen im Herbst stattfanden. Alle Infektionen verliefen subklinisch. Der Schweregrad einer Anaplasmen-Infektion wird von vielen Faktoren, wie Immunstatus und Kondition des Einzeltieres oder möglicher Beteiligung anderer Krankheitserreger, beeinflusst (STUEN, 2007) und reicht von subklinischen bis hin zu schweren akuten 107 Krankheitszuständen (KRUPKA et al., 2007). Die meisten natürlich infizierten Hunde entwickeln milde oder überhaupt keine Krankheitsanzeichen (BJÖERSDORFF, 2005; CARRADE et al., 2009), wodurch die CGA auch als „selbstlimitierende“ Erkrankung bezeichnet wird (CARRADE et al., 2009). Die vorliegende Studie bestätigt dies, da bei 25 Hunden eine Infektion im Untersuchungszeitraum nachgewiesen werden konnte, wobei es jedoch bei keinem einzigen Tier zu einem klinisch manifesten Ausbruch der Erkrankung kam. Über Erkrankungsfälle der CGA in Österreich liegen einzelne Fallberichte vor (KIRTZ et al., 2000; KIRTZ et al., 2005). Angesichts der hohen Durchseuchungsrate und der hohen Anzahl an Infektionen innerhalb eines Jahres ohne klinische Symptomatik scheint es jedoch nur in Einzelfällen, möglicherweise aufgrund begünstigender Einflussfaktoren, zu klinisch manifesten Erkrankungen zu kommen. Es konnte gezeigt werden, dass der Erreger A. phagocytophilum in den Zecken dieses Gebietes präsent ist, da nur zwei Hunde (Nr. 47 und Nr. 76) das Untersuchungsgebiet zu Jagdausflügen nach Ungarn verlassen hatten und diese beiden Hunde bei allen Untersuchungen serologisch negativ waren. Dadurch sollte bei Hunden in diesem Gebiet mit entsprechenden klinischen Symptomen eine AnaplasmenInfektion stets differentialdiagnostisch in Betracht gezogen werden. 4.3.3. VERWENDUNGSZWECK Bei den jagdlich genutzten Hunden konnten bei allen drei Blutuntersuchungen deutlich höhere Seroprävalenzen als bei den Begleithunden festgestellt werden. Die Anzahl an Neuinfektionen innerhalb eines Jahres lag bei Hunden dieses Verwendungszweckes ebenfalls deutlich höher als bei den Begleithunden. Auch KIRTZ et al. (2007) konnten in ihrer Seroprävalenzstudie bei Jagdhunden einen höheren Anteil an seropositiven Tieren feststellen. Sie vermuteten die Ursache darin, dass Jagdhunde infolge ihrer Arbeitstätigkeit öfters mit Zecken in Kontakt kommen und somit die Gefahr einer Infektion mit A. phagocytophilum deutlich höher liegt als bei anderen Hunden. Diese Annahme kann in der vorliegenden Arbeit bestätigt werden, da bei den jagdlich geführten Hunden neben den höheren Seroprävalenzen auch mehr Infektionen und ein höherer Zeckenbefall als bei den Begleithunden festgestellt werden konnte. 108 4.4. B. CANIS 4.4.1. SEROPRÄVALENZ Bei der ersten Blutuntersuchung konnten in 10 % der Proben Antikörper gegen B. canis nachgewiesen werden. Im Sommer stieg die Seroprävalenz auf 12,22 % und bei der dritten Blutuntersuchung wieder im Winter lag sie schließlich bei 16,28 %. In einer französischen Studie wurden ähnliche Ergebnisse gefunden. CABANNES et al. (2002) konnten bei einem sehr viel höheren Untersuchungsgut von 989 Hunden eine Seroprävalenz der caninen Babesiose von 14,1 % ermitteln. Im direkt an das Untersuchungsgebiet angrenzende Nachbarland Ungarn konnte jedoch bei 641 beprobten Hunden nur ein Anteil von 5,7 % an seropositiven Tieren festgestellt werden (HORNOK et al., 2006). In Italien konnte bei 376 asymptomatischen Hunden mit 34 % eine sehr hohe Seroprävalenz ermittelt werden (CASSINI et al., 2009). Eine Serokonversion erfolgt üblicherweise 8-10 Tage p. i. (BOOZER u. MACINTIRE, 2003), ein positiver Titer zeigt jedoch nur an, dass sich der Hund mit dem Erreger auseinandergesetzt hat und kann von einem länger zurückliegenden Erregerkontakt herrühren (BARUTZKI et al., 2007). Es liegen keine Informationen darüber vor, wie lange nach einer Infektion Antikörper in der Blutbahn persistieren können. Von den neun seropositiven Hunden der ersten Blutuntersuchung war bei fünf Tieren aus der Vorgeschichte eine klinisch manifeste Babesieninfektion bekannt, bei vier Hunden aus dem Vorjahr, bei einem Hund lag die Infektion jedoch schon 3 Jahre zurück. Daraus kann gefolgert werden, dass Antikörper mindestens einige Monate, möglicherweise sogar 3 Jahre persistieren können, oder zwischenzeitlich stattgefundene subklinische Neuinfektionen für die positiven serologischen Ergebnisse verantwortlich sind. Von den restlichen vier seropositiven Hunden gibt es laut ihrer Besitzer keine Hinweise auf eine vor der Studie durchgemachte Infektion. Daraus kann geschlossen werden, dass es sich um vorangegangene subklinische oder durchaus klinisch manifeste, jedoch nicht diagnostizierte und ohne spezifische Therapie überwundene Infektionen mit Eliminierung der Erreger handelte, da die klinischen Untersuchungen der Hunde zum Zeitpunkt der Blutabnahmen ohne besonderen Befund waren und die molekularbiologische Untersuchung auf B. canisDNA mittels PCR bei allen Blutproben ein negatives Ergebnis ergab. Es könnte sich aber auch um chronische Infektionen mit rezidivierenden Parasitämien handeln, bei denen sich die Erreger zum Zeitpunkt der Blutabnahmen in die Milz oder das Knochenmark zurückgezogen hatten, und dadurch weder klinische Symptome verursachten, noch im Blut der Hunde nachweisbar waren. Acht Hunde waren bei allen drei Blutuntersuchungen serologisch positiv ohne Hinweis auf eine frische Infektion. Sie zeigten gleich bleibende, 109 fallende oder nicht signifikant steigende Titer. Es konnte gezeigt werden, dass Antikörper bei klinisch gesunden Hunden über mindestens 12 Monate persistieren können. Daher ist eine einmalige serologische Untersuchung bei Verdacht auf eine Babesiose zur Diagnosestellung nicht sinnvoll, zumal im akuten Stadium zu Beginn der Erkrankung noch keine Antikörper vorhanden sind (BARUTZKI et al., 2007). 4.4.2. INFEKTIONEN Bei fünf Hunden konnte innerhalb des Untersuchungszeitraumes eine Serokonversion und bei einem Hund ein signifikanter Titeranstieg festgestellt werden. Das Risiko, innerhalb eines Jahres Erregerkontakt mit B. canis zu erfahren, liegt demnach bei 6,98 %. Es konnten keine jahreszeitlichen Unterschiede festgestellt werden, da drei Neuinfektionen im Frühjahr und ebenfalls drei Neuinfektionen im Herbst stattfanden. Bei drei Hunden kam es zu einem klinisch manifesten Ausbruch der Erkrankung. Mittels positivem Erregernachweis im Blutausstrich wurde eine Babesiose diagnostiziert und erfolgreich therapiert. Bei drei weiteren Hunden konnte zwar serologisch eine Infektion nachgewiesen werden, diese Tiere zeigten jedoch keinerlei klinische Symptome. In Österreich traten in den letzten Jahren zahlreiche Fälle der caninen Babesiose auf (LESCHNIK et al., 2008b). B. canis kann ein weites Spektrum an klinischen Symptomen verursachen, von subklinischen Infektionen bis hin zu schweren Erkrankungen (BOOZER u. MACINTIRE, 2003). Es konnte gezeigt werden, dass subklinische Infektionen gar nicht so selten sind, da es sich in der vorliegenden Studie bei 50 % der Infektionen um ebensolche handelte. Weiters scheint es in diesen Fällen auch ohne spezifische Therapie zu einer Erregereliminierung gekommen zu sein, da die molekularbiologische Untersuchung auf B. canis-DNA mittels PCR bei allen Proben ein negatives Ergebnis ergab. Die Möglichkeit chronischer Infektionen mit transienten Parasitämien kann jedoch nicht ausgeschlossen werden. Da jene Hunde, bei denen eine frische Infektion nachgewiesen werden konnte, das Burgenland innerhalb des Untersuchungszeitraumes ausnahmslos nicht verlassen hatten, konnte gezeigt werden, dass der Erreger B. canis in den Überträgerzecken dieses Gebietes präsent ist. Daher sollte man von der caninen Babesiose nicht mehr als Reisekrankheit sprechen. Der Bezirk Neusiedl am See ist ein bekanntes Tourismusgebiet, in das Hundebesitzer oft von ihren Tieren begleitet werden, und sei es nur zu Tagesausflügen. Hier liegt es wieder an den TierärztInnen, die HundebesitzerInnen über das Infektionsrisiko und die Wichtigkeit der Anwendung von Präparaten mit akariziden und repellierenden Wirkstoffen zu informieren, um sowohl eine Infektion ihrer Hunde als auch die Verbreitung von infizierten Zecken und damit des Erregers in nicht endemische Gebiete zu vermeiden. 110 4.4.3. VERWENDUNGSZWECK Bei den jagdlich genutzten Hunden konnten bei allen drei Blutuntersuchungen deutlich niedrigere Seroprävalenzen als bei den Begleithunden ermittelt werden. Es konnten keine Unterschiede im Infektionsrisiko festgestellt werden, da jeweils drei Infektionen Jagdhunde und drei Infektionen Begleithunde betrafen. Dies sind überraschende Ergebnisse, da mehr als doppelt so viele Zecken der Art D. reticulatus von den jagdlich geführten Hunden entfernt wurden. Da diese Zeckenart als Vektor für B. c. canis fungiert (IRWIN, 2005), wären auch mehr Infektionen bei Hunden dieses Verwendungszweckes zu erwarten gewesen. 4.5. B. BURGDORFERI S. L. 4.5.1. SEROPRÄVALENZ Bei der ersten Blutuntersuchung lag die Seroprävalenz bei 43,33 %, im Sommer bei 45,56 % und bei der dritten Blutuntersuchung wieder im Winter bei 37,21 %. LESCHNIK u. KIRTZ (2001) ermittelten in Österreich eine deutlich höhere Seroprävalenz von 59 %. Allerdings bestand bei diesen 143 untersuchten Hunden im Gegensatz zur vorliegenden Arbeit der Verdacht auf eine Borrelien-Infektion. In Polen lag der Anteil an seropositiven Tieren bei 40,2 %, auch bei diesen 92 Hunden wurde eine Borreliose vermutet (SKOTARCZAK et al., 2005). In Deutschland waren von 130 willkürlich ausgesuchten Hunden 35,5 % seropositiv (WEBER et al., 1991) und in der Slowakei lag die Seroprävalenz in 256 gesunden Hunden bei 50 % (ŠTEFANČÍKOVÁ et al., 1998). Bei Untersuchungen in Schweden, Kroatien und Tschechien wurden deutlich niedrigere Seropävalenzen zwischen 3,9 % und 6,5 % ermittelt; hier bestand das Untersuchungsgut ebenfalls aus gesunden Hunden ohne Verdacht auf eine Borrelien-Infektion (EGENVALL et al., 2000a; TURK et al., 2000; PEJCHALOVÁ et al., 2006). Eine Serokonversion erfolgt in den meisten Fällen vor dem Einsetzen klinischer Symptome (SPECK et al., 2007). Nach experimenteller Infektion betrug die Inkubationszeit 2-5 Monate, die ersten Antikörper konnten zwischen 50 und 90 Tagen p. i. nachgewiesen werden. Bei asymptomatischen Hunden erfolgte die Antikörper-Produktion jedoch langsamer (STRAUBINGER et al., 1998). Die Interpretation positiver serologischer Ergebnisse ist schwierig, da asymptomatische Hunde fortdauernd Antikörper produzieren und jahrelang hohe Titer vorliegen können (LITTMAN, 2003; HOVIUS, 2005). In der vorliegenden Studie waren 28 Hunde bei der ersten Blutuntersuchung seropositiv nach einer Feldinfektion; sie hatten niemals eine Borreliose-Impfung erhalten. Bei diesen Hunden ist der Zeitpunkt der 111 Infektion unbekannt, sie zeigten jedoch weder vor noch während der Studie klinische Symptome, die auf eine Borrelien-Infektion hinweisen würden. 14 dieser Hunde waren bei allen drei Blutuntersuchungen seropositiv. Es konnte gezeigt werden, dass Antikörper in gesunden Hunden über mindestens 12 Monate persistieren können. Die ganzjährig relativ hohen Seroprävalenzen in dieser asymptomatischen Hundepopulation zeigen die geringe Aussagekraft serologischer Untersuchungen für eine Diagnosestellung im Erkrankungsfall, da ein positiver Antikörpertiter nur eine vorangegangene Exposition gegenüber Spirochaeten beweist, und nicht, dass Borrelien die Ursache einer möglichen momentanen Erkrankung sind (GREENE u. STRAUBINGER, 2006; SPECK et al., 2007). Außerdem sollte bedacht werden, dass ein positives serologisches Ergebnis auch von einer Borreliose-Impfung, die seit Anfang 1999 in Österreich erhältlich ist, herrühren könnte und durch eine einmalige Untersuchung selbst mittels Western-Blot eine Unterscheidung zwischen geimpften und infizierten Hunden nicht zuverlässig möglich ist (LESCHNIK et al., 2010). 4.5.2. INFEKTIONEN Bei 20 Hunden konnte innerhalb des Untersuchungszeitraumes eine aktive Immunreaktion gegenüber dem Erreger B. burgdorferi s. l. nachgewiesen werden. Das entspricht einem Risiko von 22,99 %, innerhalb eines Jahres Erregerkontakt zu erfahren. Im Frühjahr konnten fast doppelt so viele Infektionen nachgewiesen werden wie im Herbst. Eine mögliche Erklärung für diese jahreszeitlichen Unterschiede wäre der höhere Zeckenbefall im Frühjahr mit dem auch ein höheres Infektionsrisiko einhergeht. In der vorliegenden Arbeit konnte gezeigt werden, dass der Erreger B. burgdorferi s. l. in den Zecken dieses Gebietes präsent ist, da jene Hunde bei denen serologisch eine Neuinfektion nachgewiesen wurde, das Untersuchungsgebiet nicht verlassen hatten. Bei keinem dieser Hunde konnten Anzeichen für eine klinisch manifeste Borreliose festgestellt werden. Dies sind keine unerwarteten Ergebnisse, da in früheren Untersuchungen mehr als 95 % aller seropositiven Hunde nach Feldinfektionen keine klinischen Symptome entwickelten (LEVY u. MAGNARELLI, 1992). Immunkompetente Wirte scheinen persistierende Infektionen ohne klinische Manifestationen zu entwickeln, und erst durch eine Immunsuppression kann es zu einem klinisch manifesten Ausbruch der Krankheit kommen (HOVIUS, 2005). Bei Hunden ist Arthritis das einzig bestätigte klinische Symptom eines Krankheitsausbruches, doch Borrelien sind in der Ätiologie der caninen Polyarthritis von geringer Bedeutung (LESCHNIK et al., 2010). Daher sollte die Diagnose „Borreliose“ nicht vorschnell bei jeder Lahmheit seropositiver Hunde ohne Abklärung möglicher Differentialdiagnosen gestellt werden. Um die Verdachtsdiagnose Borreliose zu bestätigen sollte der direkte Erregernachweis in der Synovia oder aus 112 Synovialgewebe symptomatischer Hunde erfolgen (LESCHNIK et al., 2010). Die Ergebnisse der vorliegenden Studie bestätigen durch die hohen Seroprävalenzen und die hohe Infektionsrate innerhalb eines Jahres ohne klinische Krankheitsausbrüche, dass die canine Borreliose eine überdiagnostizierte Erkrankung ist (LESCHNIK et al., 2010). 4.5.3. VERWENDUNGSZWECK Bei den jagdlich geführten Hunden konnten bei allen drei Blutuntersuchungen deutlich höhere Seroprävalenzen als bei den Begleithunden ermittelt werden. ŠTEFANČĺKOVÁ et al. (1996) kamen in der Slowakei zu ähnlichen Ergebnissen. Hier konnte bei Jagdhunden sogar eine signifikant höhere Seroprävalenz (40 %) als bei Diensthunden (11,8 %) ermittelt werden. Im Gegensatz dazu lag in den Niederlanden die Seroprävalenz bei Jagdhunden (18 %) kaum höher als bei Haushunden (17 %) (GOOSSENS et al., 2001). Eine mögliche Erklärung für diese unterschiedlichen Ergebnisse sahen GOOSSENS et al. (2001) in der Lebensweise von Dienst- und Haushunden, da slowakische Dienst/Wachhunde eher in häuslicher Umgebung zu finden sind und Haushunde in den Niederlanden mehr spazieren geführt werden. In der vorliegenden Arbeit war die Anzahl an Infektionen im Untersuchungszeitraum bei den jagdlich geführten Hunden überraschenderweise niedriger als bei den Begleithunden. Die Ursache für die höheren Seroprävalenzen trotz einer niedrigeren Infektionsrate bei Hunden dieses Verwendungszweckes kann darin liegen, dass sich unter den Jagdhunden mehr als doppelt so viele geimpfte Tiere befanden, die somit zwar serologisch positiv waren, ein Erregerkontakt und damit eine Infektion jedoch nicht nachgewiesen werden konnte. Offensichtlich ist den Jagdhundebesitzern das hohe Zeckenbefalls- und damit Infektionsrisiko ihrer Tiere bewusst und spiegelt sich in einer höheren Impfbereitschaft wieder. 4.6. FSMEV 4.6.1. SEROPRÄVALENZ Bei den ersten beiden Blutuntersuchungen konnten Seroprävalenzen von 8,89 % und 7,78 % festgestellt werden, bei der dritten Blutuntersuchung stieg der Anteil an seropositiven Hunden auf 13,95 %. KIRTZ (1999) konnte in einer österreichweiten Untersuchung eine Seroprävalenz von 24 % ermitteln, allerdings zeigten im Gegensatz zur vorliegenden Arbeit mehr als ein Drittel der 545 untersuchten Hunde klinische Symptome, die auf eine FSMEErkrankung hinwiesen. Zu fast den gleichen Ergebnissen kam MÜLLER (1997). Bei 518 113 Hunden aus Deutschland und der Schweiz konnte er eine Seroprävalenz von 23 % feststellen. Auch hier bestand das Untersuchungsgut nicht nur aus asymptomatischen Tieren, die Hälfte der seropositiven Hunde zeigte entsprechende klinische Symptome. Dass in der vorliegenden Arbeit niedrigere Seroprävalenzen ermittelt wurden kann einerseits an der geringeren Anzahl an untersuchten Hunden liegen, andererseits daran, dass es sich ausnahmslos um klinisch unauffällige Tiere handelte. Der genaue Zeitpunkt der Serokonversion ist bei Hunden nicht bekannt, nach experimenteller Infektion von Füchsen konnten bereits am 8. Tag p. i. Antikörper nachgewiesen werden (RADDA et al., 1968). Nach natürlicher Infektion sind Antikörper bei Hunden für mehr als 9 Monate im Serum nachweisbar (LESCHNIK et al., 2002). Acht Hunde, aus deren Anamnesen keine Hinweise auf eine durchgemachte FSMEV-Infektion vorlagen, waren bei der ersten Blutuntersuchung seropositiv. Bei diesen Hunden ist der Zeitpunkt der Infektion unbekannt, die positiven serologischen Ergebnisse resultieren allesamt aus vorangegangenen subklinischen Infektionen. Drei dieser Hunde waren bei allen Blutuntersuchungen seropositiv und innerhalb des gesamten Untersuchungszeitraumes klinisch unauffällig, es konnte gezeigt werden, dass Antikörper in gesunden Hunden über mindestens 12 Monate persistieren können. 4.6.2. INFEKTIONEN Bei 10 Hunden konnte innerhalb des Untersuchungszeitraumes eine Infektion mit dem FSME-Virus nachgewiesen werden. Das entspricht einem Risiko von 11,63 %, innerhalb eines Jahres Erregerkontakt mit dem FSME-Virus zu erfahren. Überraschenderweise wurden nur zwei Infektionen im Frühjahr und acht Infektionen im Herbst festgestellt. Aufgrund des höheren Zeckenbefalls im Frühjahr wären zu dieser Jahreszeit auch mehr Infektionen zu erwarten gewesen. Da jene Hunde, bei denen serologisch eine Neuinfektion nachgewiesen wurde, das Untersuchungsgebiet nicht verlassen hatten, konnte gezeigt werden, dass das FSME-Virus in den Zecken dieses Gebietes präsent ist. Bei keinem der serologisch positiven Hunde wurden vor oder während der Studie klinische Symptome einer FSME-Erkrankung festgestellt. Diese Ergebnisse sind nicht überraschend, da in Endemiegebieten eine beträchtliche Anzahl an Hunden Antikörper im Serum aufweist und im Verhältnis dazu nur ein geringer Anteil auch erkrankt. Der Hund gilt allgemein als verhältnismäßig resistent gegenüber dieser Flavivirusinfektion; es wird vermutet, dass neben einer genetisch bedingten Neigung auch prädisponierende Faktoren notwendig sind, um bei Hunden das schwere Krankheitsbild einer FSME auszulösen (TIPOLD, 2002). In den meisten Fällen verläuft die FSME-Infektion beim Hund asymptomatisch (LESCHNIK et al., 2008c), es liegen 114 jedoch einige Berichte über Erkrankungsfälle beim Hund in Österreich vor (WEISSENBÖCK u. HOLZMANN, 1997; WEISSENBOCK et al., 1998; KIRTZ, 1999; MARIHART u. WEISSENBÖCK, 2002; LESCHNIK et al., 2008c). Der Mensch scheint empfänglicher für klinische Erkrankungen an FSME zu sein, da es etwa bei 10 % (REINER u. FISCHER, 1998) bis 30 % (KIRTZ, 1999) der infizierten humanen Patienten zur Erkrankung mit Beteiligung des Zentralnervensystems kommt. Die in der vorliegenden Arbeit nachgewiesene hohe Infektionsrate lässt auf eine hohe Prävalenz des Virus in den Zecken dieses Gebiets schließen und damit auch auf ein hohes Infektionsrisiko für den Menschen, da Hundebesitzer sich bei Spaziergängen oder bei der Ausübung der jagdlichen Tätigkeit gleichermaßen in Zeckenhabitaten aufhalten und damit ebenfalls exponiert und infektionsgefährdet sind. 4.6.3. VERWENDUNGSZWECK Bei den jagdlich geführten Hunden konnten bei den ersten beiden Blutuntersuchungen höhere Seroprävalenzen als bei den Begleithunden festgestellt werden, bei der dritten Blutuntersuchung lag der Anteil an seropositiven Tieren jedoch bei den Begleithunden deutlich höher als bei den Jagdhunden. Eine Erklärung dafür kann in der unterschiedlichen Anzahl an Infektionen im Herbst gefunden werden, da bei sechs Begleithunden und nur bei zwei Jagdhunden ein Erregerkontakt zwischen zweiter und dritter Blutuntersuchung nachgewiesen wurde. Auch insgesamt konnte mit sieben Infektionen entgegen den Erwartungen für Begleithunde ein höheres Infektionsrisiko festgestellt werden als für jagdlich genutzte Hunde mit drei Infektionen innerhalb des Untersuchungszeitraumes. Durch diese Ergebnisse scheinen Jagdhunde und damit auch Jäger keinem höheren FSMEVInfektionsrisiko ausgesetzt zu sein als Begleithunde und deren Besitzer. 4.7. INFEKTIONEN Es konnten innerhalb des Untersuchungszeitraumes 61 Infektionen mit einem der vier durch Zecken übertragenen Erreger A. phagocytophilum, B. canis, B. burgdorferi s. l. und FSMEV festgestellt werden. Entgegen den Erwartungen konnte im Frühjahr trotz des höheren Zeckenbefalls kein höheres Infektionsrisiko festgestellt werden, da mit 30 Infektionen im Frühjahr sogar weniger Erregerkontakte als im Herbst (31 Infektionen) nachgewiesen wurden. Es wäre möglich, dass einige Erregerkontakte im Frühjahr unmittelbar vor der zweiten Blutabnahme stattfanden und dadurch serologisch erst bei der dritten 115 Blutuntersuchung nachgewiesen werden konnten und somit dem Herbst zugerechnet wurden. Die Infektionen betrafen 47 Hunde, es konnten sowohl Doppel- als auch Dreifachinfektionen nachgewiesen werden. Die Wahrscheinlichkeit eines Hundes in diesem Endemiegebiet, sich innerhalb eines Jahres mit einem oder mehreren der vier Erreger auseinanderzusetzen, lag bei 54,02 %. Die hohe Anzahl an nachgewiesenen Infektionen lässt auch auf hohe Erregerprävalenzen in den Zecken dieses Gebiets schließen, da sämtliche neu infizierten Hunde das Untersuchungsgebiet nicht verlassen hatten. Dadurch kann der Bezirk Neusiedl am See im Osten Österreichs als Hoch-Endemiegebiet angesehen werden. Zeckenübertragene Erkrankungen bei Hunden stellen ein neu aufkommendes Problem dar und rücken immer mehr in den Mittelpunkt des Interesses (SHAW et al., 2001). Die Häufigkeit und Verbreitung vieler Zeckenspezies und die Prävalenz zeckenübertragener Krankheiten nahm in Europa in den letzten zehn Jahren deutlich zu (BEUGNET u. MARIÉ, 2009). Die vorliegende Studie zeigt das hohe Risiko für Hunde, die regelmäßig in ein Zeckenhabitat geführt werden, sich mit durch Zecken übertragenen Erregern zu infizieren. Viele dieser Erreger, insbesondere Borrelien, Anaplasmen oder das FSME-Virus betreffen nicht nur Hunde, sondern können auch schwere Erkrankungen beim Menschen hervorrufen (SHAW et al., 2001). Die Erkrankungswahrscheinlichkeit bei Hunden scheint mit Ausnahme der Babesiose äußerst gering, da trotz der hohen Infektionsrate innerhalb eines Jahres kein einziges Tier klinisch erkrankte. Subklinisch infizierte Hunde können jedoch als Indikator für das Infektionsrisiko des Menschen gesehen werden, da sich Hundebesitzer gleichermaßen mit ihren Hunden in den Zeckenhabitaten aufhalten und damit ebenfalls exponiert sind für Zeckenbefall und eine mögliche Übertragung von Krankheitserregern. Darüber hinaus können subklinisch infizierte Hunde ein mögliches Reservoir für diese Erreger darstellen (SHAW et al., 2001) und dadurch eine Rolle in der Verbreitung zeckenübertragener Krankheiten spielen. 4.7.1. ZECKENBEFALL Die Auswertungen hinsichtlich Zeckenbefallsstärke der Hunde und Anzahl an Infektionen zeigen wie erwartet, dass sowohl im Frühjahr als auch im Herbst der größte Anteil an Hunden, die Erregerkontakt erfahren hatten, unter jenen Tieren zu finden ist, die hochgradigen Zeckenbefall aufwiesen. Diese Ergebnisse scheinen die logische Annahme, dass mit hohem Zeckenbefall auch ein hohes Infektionsrisiko einhergeht, zu bestätigen. Überraschenderweise konnte jedoch ein nicht unwesentlicher Prozentsatz der Infektionen bei jenen Hunden festgestellt werden, die laut ihrer Besitzer keinen Zeckenbefall aufwiesen. In 21 Fällen wurden im entsprechenden Zeitraum keine Zecken entdeckt, es konnten jedoch 116 bedingt durch drei Doppelinfektionen und eine Dreifachinfektion serologisch 26 Erregerkontakte nachgewiesen werden. Daraus kann gefolgert werden, dass ein beträchtlicher Anteil an Zecken nicht gefunden wurde. Bedenkt man zusätzlich, dass sich die teilnehmenden Hundebesitzer dieser Studie freiwillig bereiterklärt hatten, ihre Tiere täglich auf Zeckenbefall zu kontrollieren und somit angenommen werden kann, dass diese Besitzer beträchtlich mehr Augenmerk auf möglichen Zeckenbefall ihrer Hunde legten als der durchschnittliche Hundebesitzer, zeigen diese Ergebnisse, wie gering die Aussagekraft der anamnestischen Frage nach vorangegangenem Zeckenbefall bei Verdacht auf das Vorliegen einer zeckenübertragenen Krankheit ist. Daher sollte bei Hunden mit entsprechenden klinischen Symptomen und möglicher Zeckenexposition durch Aufenthalt in einem Endemiegebiet auch immer von stattgefundenem Zeckenbefall ausgegangen werden, unabhängig davon ob dieser vom Besitzer bemerkt wurde oder nicht. 4.7.2. GRUPPEN Es konnten in jeder Gruppe Infektionen mit den vier untersuchten Erregern festgestellt werden. Entgegen den Erwartungen wurden in der Kontrollgruppe, in der auf jegliche Akarizidbehandlung verzichtet wurde, mit 18 positiven Immunreaktionen die wenigsten Infektionen nachgewiesen. Von den Hunden dieser Gruppe wurden jedoch die meisten Zecken entfernt. Die Annahme, dass mit höherem Zeckenbefall auch ein höheres Infektionsrisiko einhergeht, kann im direkten Vergleich der drei Gruppen nicht bestätigt werden, im Gegenteil, die Anzahl an nachgewiesenen Infektionen war im Gruppenvergleich umgekehrt proportional zur Anzahl an Zecken, die von den Hunden entfernt wurden. In den Gruppen B und C, in denen die Akarizida Exspot® und Frontline® angewendet wurden, konnten 22 (Gruppe B) und 21 (Gruppe C) Erregerkontakte festgestellt werden. Anhand der Auswertungen hinsichtlich der Zeitpunkte der Anwendungen und des Zeckenbefalls konnte gezeigt werden, dass auch nach der Anwendung eines Akarizids innerhalb der Wirkungsperiode kein 100%iger Schutz vor Zeckenbefall und damit vor Erregerübertragung besteht. Da die Anwendungen der Zeckenprophylaxemittel nicht kontinuierlich erfolgten und die Hunde somit nur zeitweilig unter dem Schutz der Präparate standen, kann nicht festgestellt werden, ob die Erregerkontakte innerhalb oder außerhalb der jeweiligen Wirkungsperioden stattfanden. Somit konnte nur gezeigt werden, dass der zeitweilige Einsatz der Akarizida den Zeckenbefall senkt, die Inzidenz der Infektionen konnte dadurch jedoch nicht beeinflusst werden. Daraus kann gefolgert werden, dass für Hunde, die in ein Zeckenhabitat geführt werden, in dem Zecken mit Krankheitserregern infiziert sind, auch ein 117 entsprechendes Infektionsrisiko besteht, unabhängig vom wahrgenommenen Zeckenbefall, und auch unabhängig vom temporären Einsatz von Zeckenprophylaxemittel. 4.7.3. VERWENDUNGSZWECK Es konnte für jagdlich genutzte Hunde kein höheres Infektionsrisiko einer zeckenübertragenen Krankheit festgestellt werden als für Begleithunde. Im Gegenteil, trotz eines um 20,13 % höheren Zeckenbefalls wurden bei Jagdhunden sogar 10,34 % weniger Erregerkontakte nachgewiesen als bei den Begleithunden. Möglicherweise werden Jagdhunde durch ihre Arbeitstätigkeit immer in die gleichen Zeckenhabitate (jeweilige Reviere) geführt, in denen Krankheitserreger in bestimmten Prävalenzen in den Zecken vorkommen. Dadurch müsste ein höherer Zeckenbefall nicht unbedingt auch ein höheres Infektionsrisiko darstellen. Begleithunde werden von ihren Besitzern vielleicht in mehr verschiedene Habitate geführt, in denen unterschiedliche Erregerprävalenzen herrschen, sodass Hunde dieses Verwendungszweckes bei zwar weniger Zeckenbefall durchaus unter einem größeren Infektionsdruck stehen könnten. Möglicherweise spielt der Grad der Erregerprävalenz in den Zecken eine größere Rolle als der Grad des Zeckenbefalls bei der Wahrscheinlichkeit einer Infektion. 118 5. ZUSAMMENFASSUNG Im Bezirk Neusiedl am See/Burgenland, einem bekannten Zecken-Endemiegebiet, wurden der Zeckenbefall und das Infektionsrisiko zeckenübertragener Krankheiten bei Hunden untersucht. Für die Dauer von einem Jahr nahmen 90 Hunde aus Privatbesitz unterschiedlichen Alters, Geschlechts und Rassezugehörigkeit an dieser Studie teil, die in drei Gruppen geteilt wurden. 30 Hunde dienten als unbehandelte Kontrollgruppe, 30 Hunde wurden mit Permethrin (Exspot®) behandelt und 30 Hunde mit Fipronil (Frontline®). Durch die Verwendungsart der Hunde wurde das Untersuchungsgut noch einmal unterteilt in jagdlich genutzte Hunde und Begleithunde. Es konnte Zeckenbefall während des gesamten Untersuchungszeitraumes mit Aktivitätsmaxima im Frühjahr von März bis Mai und im Herbst im September und Oktober festgestellt werden. Insgesamt wurden durch die Hundebesitzer 700 Zecken von den Hunden entfernt. Die Artbestimmung ergab 532 I. ricinus, 3 I. hexagonus, 4 I. canisuga, 107 D. reticulatus und 54 H. concinna. Die bevorzugten Stichstellen der Zecken waren in absteigender Reihenfolge Hals, Kopf, Ohren, Brust/Bauch, Extremitäten, seitlicher Rumpf, Rücken, Achsel, Leiste und Anogenitalregion. Es konnte eine hoch signifikante Häufung der Zeckenstichstellen in weißem Fell festgestellt werden. Den Hunden wurde dreimal Blut entnommen und auf das Vorhandensein von Antikörpern gegen A. phagocytophilum, B. canis, B. burgdorferi s. l. und FSME-Virus untersucht. Es konnten maximale Seroprävalenzen für A. phagocytophilum von 55,81 %, für B. canis von 16,28 %, für B. burgdorferi s. l. von 45,56 % und für das FSMEV von 13,95 % ermittelt werden. Innerhalb des Untersuchungszeitraumes wurden 25 Erregerkontakte mit A. phagocytophilum, 6 mit B. canis, 20 mit B. burgdorferi s. l. und 10 mit dem FSMEV postuliert. Drei Hunde erkrankten an einer klinisch manifesten Babesiose, alle anderen Infektionen verliefen subklinisch. Diese Ergebnisse zeigen das hohe Infektionsrisiko in diesem Gebiet und lassen auf eine hohe Erregerprävalenz in den Zecken schließen. Durch die geringen Erkrankungswahrscheinlichkeiten bei hohen Seroprävalenzen scheinen einmalige serologische Untersuchungen für eine Diagnosestellung bei diesen zeckenübertragenen Krankheiten nicht sinnvoll. Die Akarizida Exspot® und Frontline® wurden von den Hundebesitzern nicht kontinuierlich innerhalb des Untersuchungszeitraumes angewendet. Der nur temporäre Einsatz der Akarizida senkte zwar den Gesamtzeckenbefall, es konnte jedoch auch innerhalb der Wirkungsperioden der Präparate Zeckenbefall festgestellt werden und die Inzidenz der Infektionen nicht beeinflusst werden. Bei den jagdlich genutzten Hunden konnte ein um 20 % höherer Zeckenbefall und 10 % weniger Erregerkontakte als bei den Begleithunden festgestellt werden. 119 6. EXTENDED SUMMARY Andrea Feiler: Influence of acaricides on tick infestation and the immune response in dogs after natural infections with Anaplasma phagocytophilum, Babesia canis canis, Borrelia burgdorferi sensu lato and TBE virus. Introduction: The district Neusiedl am See/Burgenland, in the East of Austria at the border to Hungary and Slovakia, is an area which is known as highly endemic for ticks. Many clinical cases of babesiosis in dogs were observed there in recent years. The risk of infection with tick-borne pathogens in this region should not be underestimated, neither in dogs nor in humans. The purpose of this study was to investigate the tick infestation rate in dogs. Furthermore the seroprevalence of A. phagocytophilum, B. canis, B. burgdorferi s. l. and TBE virus and the risk of infection with these tick-borne pathogens in the investigation area were examined. Additionally the efficacy of the acaricides permethrin (Exspot®) and fipronil (Frontline®) was determined. Materials and Methods: During a period of one year 90 dogs of various ages, gender and breed from private owners took part in this study. They were allocated to three groups. 30 dogs served as untreated control group, 30 dogs were treated with a spot on permethrin (Exspot®) and 30 dogs were treated with a spot on fipronil (Frontline®). Based on the designated use of the dogs the population was again split into hunting dogs and companion dogs. During the investigation period the natural tick infestation of the dogs was documented and the attached ticks were collected and stored by the owners. Blood samples were taken three times from each dog within one year and examined for the presence of antibodies against A. phagocytophilum, B. canis, B. burgdorferi s. l. and TBE virus. Results: Tick infestation was detected during the entire period showing activity peaks in spring from March to May and in autumn in September and October. Altogether 700 ticks were removed from the dogs by the owners. The determination of the species revealed 532 I. ricinus, 3 I. 120 hexagonus, 4 I. canisuga, 107 D. reticulatus and 54 H. concinna. The preferred sites of attachment were in decreasing order the cervical region, head, ears, chest/abdomen, extremities, lateral trunk, back, armpit, inguinal region and anogenital region. A highly significant preference of the tick attaching site was determined for white coat. The maximal seroprevalence for A. phagocytophilum was 55,81 %, for B. canis 16,28 %, for B. burgdorferi s. l. 45,56 % and for the TBE virus 13,95 %. During the investigation period 25 infections with A. phagocytophilum, 6 with B. canis, 20 with B. burgdorferi s. l. and 10 with the TBE virus were postulated by detection of rising antibody titres or increasing number of specific bands or band intensities in the Western blots. Three dogs developed clinical babesiosis, all other infections remained subclinical. In hunting dogs, tick infestation was 20 % higher, but 10 % less infections were determined compared to companion dogs. Discussion: These results show the high risk of tick infestation and thereby transmission of tick-borne pathogens, nearly all-season, in this area. Five various tick species were found indigenous in this region and affecting dogs. Infections with all the four investigated tick-borne pathogens were determined by serological examinations, whereas the prevalence of clinical symptoms was very low. The large number of infections with tick-borne pathogens during one year might be indicative for a high prevalence of pathogens in ticks. Due to the low probability of disease and the high seroprevalences, single serological examinations do not seem to be useful for the diagnosis of tick-borne diseases. The acaricides Exspot® and Frontline® were not applied continuously by the owners during the investigation period. The sporadic application of acaricides reduced the entire tick infestation indeed, but nevertheless tick infestation could also be determined within the effective periods of these products and the incidence of infections was not affected. There was no increased risk of infection with tickborne diseases in hunting dogs in this study, because although more ticks were removed from hunting dogs, fewer infections were determined compared to companion dogs. Tick infestation in dogs seems to be often missed by the owners, because in 21 cases no tick infestation was detected by the owners during the corresponding period although 26 infections were detected by serological examinations. 121 7. LITERATURVERZEICHNIS ADASZEK, Ł., WINIARCZYK, S., SKRZYPCZAK, M. (2009): The clinical course of babesiosis in 76 dogs infected with protozoan parasites Babesia canis canis. Polish Journal of Veterinary Sciences 12, 81-87. ALBAN, P.S., JOHNSON, P.W., NELSON, D.R. (2000): Serum-starvation-induced changes in protein synthesis and morphology of Borrelia burgdorferi. Microbiology 146, 119-127. ALEKSEEV, A.N., CHUNIKHIN, S.P. 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A1: Zeckenbefall nach Monaten Monat Februar März April Mai Juni Juli August September Oktober November Dezember Anzahl Zecken (%) 2 (0,29) 84 (12,00) 168 (24,00) 153 (21,86) 61 (8,71) 37 (5,29) 39 (5,57) 68 (9,71) 56 (8,00) 30 (4,29) 2 (0,29) weiblich 2 64 143 126 47 23 31 53 50 22 2 männlich 0 18 21 14 5 3 7 9 6 4 0 Nymphen 0 2 4 13 9 11 1 6 0 4 0 weiblich 2 54 118 121 36 15 29 48 31 10 1 männlich 0 6 10 10 1 1 6 4 2 1 0 Nymphen 0 1 2 6 5 3 1 4 0 4 0 weiblich 0 8 24 4 0 0 0 3 19 11 1 männlich 0 11 10 3 0 0 1 5 4 3 0 Tab. A2: Monatlicher Befall mit I. ricinus Monat Februar März April Mai Juni Juli August September Oktober November Dezember Anzahl Zecken (%) 2 (0,38) 61 (11,47) 130 (24,44) 137 (25,75) 42 (7,89) 19 (3,57) 36 (6,77) 56 (10,53) 33 (6,20) 15 (2,82) 1 (0,19) Tab. A3: Monatlicher Befall mit D. reticulatus Monat Februar März April Mai Juni Juli August September Oktober November Dezember Anzahl Zecken (%) 0 19 (17,76) 34 (31,78) 7 (6,54) 0 0 1 (0,93) 8 (7,48) 23 (21,50) 14 (13,08) 1 (0,93) 141 Tab. A4: Monatlicher Befall mit H. concinna Monat Februar März April Mai Juni Juli August September Oktober November Dezember Anzahl Zecken (%) 0 2 (3,70) 2 (3,70) 9 (16,67) 19 (35,19) 17 (31,48) 2 (3,70) 3 (5,56) 0 0 0 weiblich 0 1 1 1 11 8 2 2 0 0 0 männlich 0 1 0 1 4 2 0 0 0 0 0 Nymphen 0 0 1 7 4 7 0 1 0 0 0 142 Tab. A5: Zeckenbefall der Hunde gesamt und halbjährlich Hund Nr. Zecken gesamt Frühjahr Herbst Hund Nr. Zecken gesamt Frühjahr Herbst 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 2 0 25 0 16 5 3 30 1 0 44 13 1 0 16 5 12 0 5 80 4 8 1 13 0 15 14 14 4 0 0 0 0 0 7 0 1 2 0 3 1 0 0 10 1 2 0 25 0 9 5 3 13 0 0 31 6 1 0 13 5 1 0 5 68 4 8 1 2 0 11 9 14 2 0 0 0 0 0 4 0 1 2 0 3 1 0 0 5 1 0 0 0 7 0 0 17 1 0 13 7 0 0 3 0 11 0 0 12 0 0 0 11 0 4 5 0 2 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 5 0 46 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 61 62 63 64 65 66 67 68 69 70 71 72 73 74 75 76 77 78 79 80 81 82 83 84 85 86 87 88 89 90 7 10 20 5 21 3 0 2 2 2 1 5 34 6 12 1 0 0 0 6 8 9 0 0 16 2 0 1 0 0 8 12 6 47 12 1 50 2 0 1 1 7 12 7 5 3 4 4 1 8 3 0 0 2 2 1 4 32 5 7 1 0 0 0 4 8 9 0 0 13 1 0 1 0 0 7 4 6 47 9 1 44 2 0 1 1 5 4 4 2 4 6 16 4 13 0 0 2 0 0 0 1 2 1 5 0 0 0 0 2 0 0 0 0 3 1 0 0 0 0 1 8 0 0 3 6 0 0 0 0 2 8 3 3 143 Tab. A6: Ergebnisse Serologie A. phagocytophilum fett: positive Titer, graue Felder: Titer der als Infektion (Serokonversion oder mindestens vierfache Titererhöhung) gewertet wurde. US: serologische Untersuchung Hund Nr. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 61 62 63 64 75 78 79 82 84 85 86 87 88 89 90 Begleithunde 1.US 2.US neg neg neg neg 400 400 neg neg 400 400 neg neg 200 100 800 800 800 neg neg neg 200 800 50 50 neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg 100 400 800 ≥1600 100 neg neg neg 200 200 100 100 100 50 200 100 neg neg neg neg ≥1600 800 neg neg neg neg neg neg neg neg 200 800 100 100 neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg 3.US neg 400 neg 400 neg 50 400 50 neg 400 50 neg 400 neg neg neg neg neg neg 200 ≥1600 100 neg 400 100 400 400 100 200 800 ≥1600 neg neg neg 800 200 neg neg neg neg neg neg neg Hund Nr. 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 46 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 65 66 67 68 69 70 71 72 73 74 76 77 80 81 83 jagdlich genutzte Hunde 1.US 2.US 100 neg 50 100 100 100 400 400 200 200 neg neg 200 neg 50 400 100 50 200 200 800 400 neg neg neg neg neg neg 50 400 neg neg neg neg neg neg 400 200 neg neg 100 800 neg neg neg neg 200 400 neg neg 100 100 neg neg neg neg 400 400 100 800 200 400 200 200 neg neg 50 100 neg neg ≥1600 neg neg neg 100 100 neg neg 200 200 neg neg 200 100 100 200 100 neg neg neg 3.US 100 100 50 400 400 neg 50 200 200 200 neg neg neg 200 neg neg neg 400 neg 200 50 400 400 neg 100 100 neg ≥1600 800 800 400 neg 100 neg 800 neg 400 neg 400 neg 200 ≥1600 neg 144 Tab. A7: Ergebnisse Serologie B. canis fett: positive Titer, graue Felder: Titer der als Infektion (Serokonversion oder mindestens vierfache Titererhöhung) gewertet wurde. US: serologische Untersuchung Hund Nr. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 61 62 63 64 75 78 79 82 84 85 86 87 88 89 90 Begleithunde 1.US 2.US neg neg neg neg neg neg neg neg 320 160 neg neg 5120 5120 neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg 5120 5120 160 80 neg neg neg neg neg neg 160 320 40 320 neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg 160 neg neg neg neg neg neg neg 10000 neg neg neg neg neg neg neg 3.US neg neg neg 160 neg 2560 neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg 2560 80 neg neg 160 160 neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg 20 neg neg neg 10000 neg neg neg Hund Nr. 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 46 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 65 66 67 68 69 70 71 72 73 74 76 77 80 81 83 jagdlich genutzte Hunde 1.US 2.US neg neg 5120 2560 neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg 1280 1280 neg neg 640 640 neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg 3.US neg 640 neg 320 neg neg neg neg neg neg neg 320 neg 1280 neg neg 5120 neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg neg 160 neg neg neg neg neg neg neg neg neg 145 Tab. A8: Ergebnisse Serologie B. burgdorferi s. l. fett: positive Western-Blots, graue Felder: als Infektion gewertet, kursiv: geimpfte Tiere (Erregerkontakt kann nicht nachgewiesen werden). US: serologische Untersuchung Hund Nr. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 61 62 63 64 75 78 79 82 84 85 86 87 88 89 90 Begleithunde 1.US 2.US 19 19 14 14 4 4 1 1 19 19 6 6 9 9 9 9 6 9 11 16 1 6 6 6 1 1 11 11 1 1 14 1 4 4 11 1 1 1 1 1 11 6 1 1 22 22 14 9 14 9 11 16 9 22 14 17 14 14 11 6 1 1 11 6 1 1 11 6 1 1 11 6 22 19 1 1 9 9 11 1 11 6 16 9 1 0 11 17 14 9 3.US 19 4 1 16 14 9 9 1 6 1 6 1 14 6 6 1 1 9 4 6 9 9 1 11 9 9 14 16 1 6 4 1 1 1 19 5 9 6 11 11 1 19 19 Hund Nr. 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 46 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 65 66 67 68 69 70 71 72 73 74 76 77 80 81 83 jagdlich genutzte Hunde 1.US 2.US 17 6 6 6 6 9 12 4 22 22 14 1 6 1 6 6 1 9 14 3 4 6 1 9 19 27 6 6 19 19 1 1 14 9 1 1 19 0 11 22 4 19 19 14 14 14 11 11 14 6 19 6 6 1 1 9 22 22 14 14 14 1 14 1 1 1 19 1 1 6 14 6 1 1 17 19 9 6 19 9 19 14 21 21 27 22 16 16 27 22 3.US 14 9 6 9 19 6 1 9 1 1 1 24 11 14 1 6 22 11 19 14 19 22 19 6 11 6 4 19 9 1 4 1 1 11 4 1 9 6 14 14 19 19 19 146 Tab. A9: Ergebnisse Serologie FSMEV fett: positive Enzymimmunoassays, graue Felder: als Infektion gewertet. US: serologische Untersuchung Hund Nr. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 61 62 63 64 75 78 79 82 84 85 86 87 88 89 90 Begleithunde 1.US 2.US 2 3 2 3 2 3 2 3 22 44 2 3 3 3 3 4 3 3 2 3 2 4 2 3 2 3 3 8 3 2 30 17 4 5 5 3 3 3 3 3 6 4 3 3 3 4 13 10 13 9 6 3 3 3 5 8 4 3 3 2 4 3 7 5 3 3 6 5 36 30 4 3 3 2 15 7 4 3 9 3 13 11 3 3 4 2 5 4 7 5 3.US 4 4 4 57 4 14 5 4 4 24 3 4 7 4 49 4 19 4 3 3 4 5 15 3 3 5 5 3 6 9 5 50 56 4 3 22 4 4 20 3 3 6 7 jagdlich genutzte Hunde Hund Nr. 1.US 2.US 3.US 16 5 7 9 17 4 7 17 18 4 5 10 49 19 5 15 20 3 4 3 34 21 3 3 22 3 3 4 23 3 3 4 21 24 6 6 35 38 29 25 46 46 26 27 3 3 3 28 4 5 15 29 3 3 3 30 4 4 14 46 2 3 3 47 3 3 3 48 2 2 9 37 40 58 49 50 3 4 3 51 4 4 3 52 7 12 14 53 3 10 4 26 22 33 54 55 3 3 5 56 15 7 9 57 4 4 4 44 58 3 3 59 3 3 3 60 3 3 4 65 3 3 4 66 3 3 4 67 3 2 11 68 3 4 16 69 5 4 10 70 7 5 6 71 3 2 3 72 3 3 11 73 2 5 6 74 4 3 4 76 3 3 4 77 2 2 16 80 2 3 3 81 2 2 83 4 4 4 147 DANKSAGUNG Mein besonderer Dank gilt Frau Prof. Dr. Anja Joachim für ihre freundliche und kompetente Betreuung. Weiters danke ich besonders Herrn Dr. Michael Leschnik für seine freundliche Betreuung und Unterstützung bei jeglichen Fragen und Problemen. Ich danke den 90 Hundebesitzern für ihre engagierte Mitarbeit. Ohne sie wäre diese Arbeit nicht in diesem Ausmaß zustande gekommen. An dieser Stelle möchte ich besonders Herrn Bezirksjägermeister Helmut Reif danken, der es ermöglichte, mit so zahlreichen Jagdhundebesitzern zusammenzuarbeiten. Frau Mag. Irene Mädl und dem gesamten Team ihrer Ordination danke ich für ihre unermüdliche Unterstützung in jeder Hinsicht bei der Durchführung meiner Arbeit. Mein Dank gilt Herrn Dr. Georges Kirtz für die fachliche Beratung und anregenden Diskussionen. Bei Herrn Dr. Georg Duscher bedanke ich mich für seine freundliche Betreuung. Frau Ildiko Barki und Frau Walpurga Wille-Piazzai danke ich für ihre Hilfe und Unterstützung bei den serologischen und molekularbiologischen Untersuchungen. Mein Dank gilt weiters Herrn Dr. Ernst Leidinger vom Labor INVITRO für seine Unterstützung und Frau Brigitte Czettel für ihre Hilfe. Meinem Bruder danke ich für seine Hilfe bei zahlreichen EDV-Problemen. Ich danke all meinen Freunden, die immer für mich da waren und ganz besonders meinen Eltern, die mir dies alles erst ermöglicht haben.
