Lineare und cyclische Oligopeptide aus 3α

Lineare und Cyclische Oligopeptide aus
3α
α-Aminocholansäure-Bausteinen
- Synthesen, Konformationen und Komplexierungsverhalten -
von
Rüdiger Ladberg
aus Dortmund
Lineare und Cyclische Oligopeptide aus
3α
α-Aminocholansäure-Bausteinen
- Synthesen, Konformationen und Komplexierungsverhalten -
Der Fakultät für Chemie
der Ruhr-Universität Bochum
zur Erlangung des Doktorgrades
Dr. rer. nat.
vorgelegt von
Rüdiger Ladberg
aus
Dortmund
Als Dissertation genehmigt von der Fakultät für Chemie der Ruhr-Universität Bochum.
Tag der Disputation:
14. Dezember 2001
Vorsitzender des Prüfungsausschusses:
Referent:
Koreferent:
Drittprüfer:
Prof. Dr. C. Wöll
Prof. Dr. M. Feigel
Prof. Dr. D. Hasselmann*
Prof. Dr. B. Hovemann
* in der mündlichen Prüfung vertreten durch Prof. Dr. W. Sander
Die vorliegende Arbeit entstand in der Zeit von August 1996 bis Juli 2001 (mit einer
zehnmonatigen Unterbrechung von Dezember 1996 bis September 1997) im
AK Naturstoffchemie an der Fakultät für Chemie der Ruhr-Universität Bochum.
Mein besonderer Dank gilt an dieser Stelle:
Herrn Prof. Dr. M. Feigel für die uneingeschränkte wissenschaftliche Betreuung, seine stetige
Bereitschaft zu fachlichen Diskussionen und sein großes Interesse am Fortgang dieser Arbeit,
das deren Entstehen entscheidend gefördert hat. Außerdem danke ich ihm für die
Ermöglichung der Aufnahme von verschiedenen Tätigkeiten außerhalb dieser Arbeit und die
Ermutigung hierzu. Diese Aktivitäten haben meine persönliche Weiterentwicklung positiv
beeinflußt.
Der Deutschen Forschungsgemeinschaft für die finanzielle Unterstützung.
Meinen Kollegen und Kolleginnen im Arbeitskreis: Carsten Berghaus, Dr. Bernhard Engels
Sabine Felsch, Kerstin Floeder, Dr. Christian Gailer, André Iffland, Andreas Kyas, Heinz
Mehlmann, Andrey und Daniel Olschewski, Magnus Ott, Dr. Andreas Rybka, Dr. Claus
Weigand und Dr. Maria Wortmann sowie unserem technischen Angestelten Dipl.-Ing. (FH)
Kurt Hobert für anregende Diskussionen, stetige Hilfsbereitschaft und das angenehme und
freundschaftliche Arbeitsklima.
Herrn Prof. Dr. W.S. Sheldrick und seinen Mitarbeitern, insbesondere Frau M. Winter, für die
Anfertigung von Röntgenstrukturanalysen.
Herrn Dr. W. Dietrich, Herrn M. Gartmann und Herrn Dr. G. Barchan für die Bereitstellung
von Meßzeit an den NMR-Geräten und die fachliche Beratung bei auftretenden NMRProblemen.
Herrn Dr. D. Müller und seinen Mitarbeitern für die Aufnahme der Massenspektren.
Allen hier nicht namentlich genannten Angestellten der Ruhr-Universität, die durch ihre
Unterstützung zum Entstehen dieser Arbeit beigetragen haben.
Dr. Sabine Bögge, Christine Dümler, Christine Gack, Bernd Graz, Uta Häsel, Markus und
Kerstin Münzner, Stefan Parsch, Helge Seehaus, Nicolé Zeggel und allen anderen Freunden
für fächerübergreifende Diskussionen sowie für aufbauende Worte während augetretener
„Durststrecken“.
Der größte Dank jedoch geht an meine Familie, die durch ihre vorbehaltlose Unterstützung
mein Promotionsvorhaben erst möglich werden ließ.
Inhaltsverzeichnis
I
Inhaltsverzeichnis
1. Einleitung
1
1.1. Vorbemerkungen
1
1.2. Zielsetzung
8
2. Synthetischer Teil
12
2.1. Synthese der 3α-Aminocholansäuren 5
12
2.1.1. Auswahl der Synthesestrategie
12
2.1.2. Syntheseweg für die 3α-Aminocholansäuren 5
14
2.2. Synthese linearer Oligoamide mit Aminocholansäuren
18
2.2.1. Lineare Oligomere aus Typ-1-Bausteinen
21
2.2.1.1.
Lineare Oligomere von 3α-Aminolithocholsäure 5a
22
2.2.1.2.
Lineare Oligomere von 3α-Aminodesoxycholsäure 5b
22
2.2.1.3.
Lineare Oligomere von 3α-Aminocholsäure 5c
23
2.2.2. Lineare Oligomere aus Typ-2-Bausteinen
24
2.2.2.1.
Synthese der Typ-2-Bausteine
24
2.2.2.2.
Synthese der linearen Typ-2-Oligomere
26
2.2.2.2.1. Oligomere aus Val-LCS-Bausteinen
26
2.2.2.2.2. Oligomere aus Lys[Z]-LCS-Bausteinen
26
2.2.2.2.3. Oligomere aus Val-DCS-Bausteinen
27
2.2.2.2.4. Oligomere aus Val-CHS-Bausteinen
28
2.2.3. Tabellarische Übersicht über alle synthetisierten linearen Oligoamide
29
2.3. Cyclische Oligoamide mit 3α-Aminocholansäuren 5
30
2.3.1. Unsystematische Oligocyclisierung von Typ-1-Monomeren
31
2.3.1.1.
Oligocyclisierung von 3α-Aminolithocholsäure 5a
32
2.3.1.2.
Oligocyclisierung von 3α-Aminodesoxycholsäure 5b
33
2.3.1.3.
Oligocyclisierung von 3α-Aminocholsäure 5c
34
2.3.2. Cyclisierung linearer Oligoamide
35
2.3.2.1.
Cyclisierung von Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a
35
2.3.2.2.
Cyclisierung von Boc-DCS-DCS-DCS-DCS-OMe 17a
36
Inhaltsverzeichnis
II
2.3.2.3.
Cyclisierung von Boc-CHS-CHS-CHS-OMe 19a
37
2.3.2.4.
Cyclisierung von Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe 20a
37
2.3.2.5.
Cyclisierung von Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe 26a
38
2.3.2.6.
Cyclisierung von Boc-Lys[Z]-LCS- Lys[Z]-LCS- Lys[Z]-LCS-OMe 28a
39
2.3.2.7.
Cyclisierung von Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe 30a
40
2.3.2.8.
Cyclisierung von Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe 32a
41
2.3.3. Übersicht über die synthetisierten Cyclooligoamide
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
43
44
3.1. Allgemeine Methoden
44
3.1.1. Experimentelle Methoden zur Strukturaufklärung
44
3.1.2. Theoretische Konformationsanalyse
45
3.2. Untersuchung der synthetisierten Verbindungen
47
3.2.1. Lineare Oligomere
47
3.2.1.1.
Lineare Oligomere vom Typ 1
49
3.2.1.2.
Lineare Oligomere vom Typ 2
54
3.2.2. Cyclische Oligomere
64
3.2.2.1.
Macrolactame aus Typ-1-Bausteinen
64
3.2.2.2.
Macrolactame aus Typ-2-Bausteinen
75
4. Zusammenfassung und Ausblick
4.1. Zusammenfassung
4.2. Ausblick
94
94
103
5. Experimenteller Teil
105
5.1. Allgemeines
105
5.1.1. Bemerkungen
105
5.1.2. Abkürzungen
107
5.2. Präparative Vorschriften
108
5.2.1. Darstellung der 3α-Aminocholansäuren 5a-c
108
5.2.1.1.
3-Oxo-Cholansäuren 6a-c
108
5.2.1.2.
Cholansäure-3-Oxime 10a-c
113
Inhaltsverzeichnis
5.2.1.3.
3α-Aminocholansäuren 5a-c
III
114
5.2.2. Peptidsynthesen mit Aminocholansäure-Bausteinen
116
5.2.2.1.
Allgemeine Arbeitsvorschriften (AAV)
116
5.2.2.2.
Darstellung der Boc-geschützten 3α-Aminocholansäuren 11a-c
119
5.2.2.3.
Darstellung der 3α-Aminocholansäuremethylester-Hydrochloride 12a-c
120
5.2.2.4.
Lineare Oligoamide aus Aminocholansäure-Bausteinen
121
5.2.2.4.1. Oligopeptide mit 3α-Aminolithocholsäure
122
5.2.2.4.2. Oligopeptide mit 3α-Aminodesoxycholsäure
125
5.2.2.4.3. Oligopeptide mit 3α-Aminocholsäure
128
5.2.2.4.4. Oligopeptide mit N-Valinyl-3α-Aminolithocholsäure
130
5.2.2.4.5. Oligopeptide mit N-[ε-Benzyloxycarbonylamino-Lysinyl]3α-Aminolithocholsäure
133
5.2.2.4.6. Oligopeptide mit N-Valinyl-3α-Aminodesoxycholsäure
137
5.2.2.4.7. Oligopeptide mit N-Valinyl-3α-Aminocholsäure
140
5.2.2.5.
Cyclische Oligoamide aus Aminocholansäure-Bausteinen
144
5.2.2.5.1. Unsystematische Oligocyclisierung monomerer 3α-Aminocholansäuren
144
5.2.2.5.2. Systematische Cyclisierung linearer Oligoamide
147
5.2.2.5.2.1. Cyclisierung reiner 3α-Aminocholansäure-Oligoamide (Typ 1)
147
5.2.2.5.2.2. Cyclisierung gemischter L-Aminosäure-/3α-AminocholansäureOligoamide (Typ 2)
151
6. Literaturverzeichnis
156
Anhang A (Röntgenstrukturdaten zu 6b)
160
Anhang B (Röntgenstrukturdaten zu 21a)
166
Anhang C (Röntgenstrukturdaten zu 34a)
173
Anhang D (Ergänzende Überlegungen zur Struktur und Topologie von 38b)
180
Lebenslauf
184
1. Einleitung
1
1. Einleitung
1.1. Vorbemerkungen
In der Supramolekularen Chemie liegen neben der Synthese neuer, komplexer Verbindungen
insbesondere Phänomene wie Selbstorganisation und molekulare Erkennung im Focus des
Interesses, deren Auftreten auf schwachen intra- bzw. intermolekularen Wechselwirkungen
beruht1. Für die Gestalt und Funktion von Proteinen sind diese Erscheinungen von zentraler
Bedeutung. Wie auch andere Makromoleküle können Proteine ihre eigene Faltung steuern,
sich also selbst organisieren, und in Abhängigkeit von der Aminosäure-Sequenz bestimmte
lokale Sekundärstrukturen, etwa Helices oder Faltblätter, ausbilden, welche sich dann
wiederum zur Tertiärstruktur, der dreidimensionalen Konformation des gesamten Polypeptids,
zusammenlagern. Besonders die konformativen Gegebenheiten in den aktiven Zentren von
Enzymen, in welchen eine bestimmte Verbindung selektiv gebunden (also „erkannt“),
chemisch umgewandelt und anschließend wieder freigesetzt wird, werden derzeit intensiv
erforscht2. So können Anhaltspunkte für die Synthese nichtnatürlicher Makomoleküle
erhalten werden, welche die Konformation und Funktionalität solcher Zentren in kleinem
Maßstab, d.h. ohne das große Proteingerüst, in das die aktiven Zentren eingebettet sind,
nachbilden.
Solche künstlich hergestellten Makromoleküle, welche ähnlich einem Rezeptorprotein
selektiv eine bestimmte Verbindung zu komplexieren vermögen oder sogar – vergleichbar
einem Enzym – diese in eine andere Verbindung umwandeln können, stellen eine besondere
Herausforderung für die moderne Organische und Metallorganische Chemie dar. Zahlreiche
aktuelle Veröffentlichungen auf dem Gebiet der sogenannten Wirt-Gast-Chemie3 sind Beleg
für den besonderen Reiz, den dieses Forschungsgebiet auf den Chemiker ausübt.
Das Forschungsgebiet der Wirt-Gast-Chemie geht zurück auf die Synthese des ersten
Kronenethers durch C.J. Pedersen4 im Jahr 1967 – die erste ungeladene synthetische
Verbindung, welche in der Lage war, Alkalimetallionen zu komplexieren. Nachdem
J.M. Lehn et al. in der Folgezeit durch die Synthese sowie die Erforschung der
Bindungseigenschaften von Cryptanden5 auf das Potential des neuen Forschungsgebietes
aufmerksam gemacht hatten, war es schließlich D.J. Cram, der 1977 erstmals eine
1. Einleitung
2
systematische Definition zur Wirt-Gast-Chemie und zur Komplexbildung lieferte, welche
noch heute breite Anerkennung findet6:
Demnach bestehen Komplexe aus zwei oder mehr Molekülen, die in „einzigartigen
strukturellen Beziehungen durch andere elektrostatische Kräfte als die rein kovalenten
Bindungen zusammengehalten werden“. Als solche Kräfte gab er für Molekülkomplexe z.B.
Wasserstoffbrückenbindungen, Ionenbindungen, π-Säure-π-Base-Wechselwirkungen, MetallLiganden-Bindungen, van-der-Waals-Wechselwirkungen oder partielle kovalente Bindungen
(Übergangszustände) an. Zur Wirt-Gast-Beziehung definiert Cram: „Ein hochstrukturierter
Molekülkomplex besteht aus mindestens einem Wirt und einem Gast“, wobei „eine hohe
strukturelle Organisation [...] gewöhnlich nur durch das Vorhandensein mehrerer
Bindungsstellen erreicht“ wird. Zu einer Wirt-Gast-Beziehung gehört nach Cram eine
„komplementäre stereoelektronische Anordnung der Bindungsstellen von Wirt und Gast“.
Dabei ist eine Wirtverbindung „ein organisches Molekül oder Ion [...], dessen Bindungsstellen
im Komplex konvergieren“, eine Gastverbindung ist entsprechend „ein beliebiges Molekül
oder Ion, dessen Bindungsstellen im Komplex divergieren“. Diese Verhältnisse werden in
Abbildung 1.1. veranschaulicht.
Abbildung 1.1. Wirt-Gast-Komplexbildung
Das besondere Interesse an der Wirt-Gast-Chemie beruht auf den vielfältigen potentiellen
Anwendungsmöglichkeiten dieses Gebiets, beispielsweise in der Biomimetischen Chemie
(künstliche Rezeptoren, Enzyme oder Signalmoleküle, die biologischen Systemen
nachempfunden sind), der Analytik (etwa der Stofftrennung durch den Einsatz immobilisierter
Wirtverbindungen,
welche
selektiv
eine
Komponente
eines
Substanzgemisches
komplexieren), der Pharmazie (Verkapseln bzw. Maskieren von Wirkstoffen durch geeignete
1. Einleitung
3
Wirtverbindungen, welche als Carrier das Medikament an den beabsichtigten Wirkort bringen
und dort freisetzen) oder der Katalyse (das Gastmolekül wird nicht nur selektiv komplexiert,
sondern auch chemisch umgewandelt).
Inzwischen wurden zahlreiche verschiedene cyclische und acyclische supramolekulare
Systeme synthetisiert und hinsichtlich ihrer Selbstorganisation und ihrer Komplexierungseigenschaften untersucht. Vorteile für die Konstruktion synthetischer molekularer
Wirtverbindungen bieten dabei z.B. Steroide als Bausteine. Einige biochemisch wichtige
Gruppen von Steroiden sind in der folgenden Liste aufgeführt:
-
die Sterole (auch Sterine, bekanntestes Beispiel ist das Cholesterin),
HO
Cholesterin
(Cholesterol)
-
die Steroid-Hormone (Sexualhormone wie beispielsweise Androsteron, sowie Hormone
der Nebennierenrinde, auch Corticoide genannt – ein bedeutendes Beispiel ist hier das
Cortisol, welches unter dem Namen Hydrocortison als Medikament Verwendung findet),
OH
O
O
OH
OH
OH
O
Andosteron
-
Cortisol
die herzaktiven Steroide (Cardenolide wie das Digitoxigenin, welches als sein bekannteres
Glykosid Digitoxin im roten Fingerhut vorkommt und als solches als Herzmedikament
Verwendung findet, sowie Bufadienolide, die wie beispielsweise das Bufotalin als
Giftstoffe in Krötensekreten vorkommen [lat. bufo = Kröte]),
1. Einleitung
4
O
O
O
O
OH
OH
O
HO
HO
O
Digitoxigenin
-
Bufotalin
die Steroid-Vitamine (Vitamine der D-Reihe bzw. deren Provitamine, wie beispielsweise
das Ergosterin (Provitamin D2)),
HO
Ergosterin
-
die Cholansäuren (auch Gallensäuren; sie kommen, gebunden an Aminosäuren wie Taurin
oder Glycin, in der Galle vor und ermöglichen durch Emulgation von Fetten deren
Verdauung; bekanntester Vertreter ist die Cholsäure).
O
OH
OH
OH
OH
Cholsäure
Die aufgeführten Beispiele zeigen, dass das tetracyclische Gerüst der Steroide
unterschiedliche Konfigurationen aufweisen kann. So können in den vollständig abgesättigten
Ringsystemen die Ringe A und B sowie die Ringe C und D jeweils cis- oder trans-verknüpft
sein, während die Ringe B und C stets trans-Verknüpfung aufweisen (siehe Abb. 1.2.).
1. Einleitung
5
R
R
β
α
21
A/B-cis
C/D-trans
H3C
CH3
19
CH3
20
23
12
11
A/B-cis
C/D-cis
22
18
13
17
C 14 D 16
24
15
1
2
3
A
10
5
4
A/B-trans
C/D-trans
B
6
H
26
9
8
7
25
H
CH3
H3C
27
A/B-trans
C/D-cis
R
R
β
α
Abbildung 1.2. Systematische Numerierung des Steroid-Gerüstes am Beispiel des Cholestans
mit Angabe der Konfiguration aller vier möglichen Ringverknüpfungskombinationen (Die
beiden rechts abgebildeten Formen kommen in natürlichen Sterinen, deren Stammverbindung
das Cholestan ist, nicht vor - eine C/D-cis-Verknüpfung findet sich lediglich bei den
herzaktiven Steroiden). Substituenten am Steroidgerüst, die auf der gleichen Seite des
Ringsystems wie die beiden Methylgruppen an C-18 und C-19 liegen, werden als β-ständig,
Substituenten auf der gegenüberliegenden Seite als α-ständig bezeichnet. Entsprechend wird
bei der Nomenklatur der Ringverknüpfungsstellen an C-5 und C-14 verfahren.
Aus der unterschiedlichen Verknüpfung ergeben sich bestimmte starre Formen des SteroidGerüstes. Besonders geeignet als Baustein für die Konstruktion supramolekularer
Wirtverbindungen ist dabei das A/B-cis und C/D-trans verknüpfte Gerüst der Gallensäuren 1.7
Diese besitzen eine gekrümmte Oberfläche, welche auf der äußeren, konvexen Seite unpolar
ist, auf der inneren, konkaven Seite jedoch bis zu drei räumlich fixierte polare
Hydroxylgruppen aufweist (vgl. Abb. 1.3.). Letztere können nach Bedarf auch jeweils in
andere funktionelle Gruppen umgewandelt werden bzw. als Ankergruppen für komplexere
Substituenten dienen.
1. Einleitung
6
Abbildung 1.3. Das starre Gerüst und die zwei unterschiedlichen Seiten der optisch aktiven
Cholansäuren machen sie zu hervorragenden Bausteinen für Wirtverbindungen
Zudem bietet sich mit der Carbonsäure-Funktion an C-24 eine Möglichkeit zur Anknüpfung
weiterer Gallensäure-Einheiten. Ein weiterer Vorteil ist die leichte Verfügbarkeit der drei
häufigsten Gallensäuren: Lithocholsäure (1a), Desoxycholsäure (1b) und Cholsäure (1c) sind
relativ günstig im Handel erhältlich. Da die systematischen Namen der genannten
Cholansäuren 1a-c relativ unübersichtlich sind (der systematische Name der Cholsäure 1c ist
beispielsweise 3α, 7α ,12α-Trihydroxy-5β-cholan-24-säure) wird auf deren Nennung im
Folgenden verzichtet und auf die kürzeren und in der Naturstoffchemie gebräuchlicheren
Trivialnamen Lithocholsäure, Desoxycholsäure und Cholsäure zurückgegriffen.
Es sind bereits verschiedene cyclische und acyclische Verbindungen bekannt, die sich der
besonderen Eigenschaften des Cholansäuregerüstes bedienen und zum Teil auch als
Wirtverbindungen für Ionen oder ungeladene, polare Moleküle fungieren. Dabei wird das
Cholansäuremolekül teilweise direkt verwendet, häufiger aber mit Modifikationen am Gerüst,
insbesondere an den Positionen C3, C7 und C12 sowie an der Seitenkette an C17. Besonders
Verbindungen auf Esterbasis, bei denen die Hydroxylgruppe an C3 mit der SeitenkettenSäuregruppe des nächsten Bausteins verknüpft wurde, und Verbindungen auf Amid-Basis, bei
deren Cholansäure-Bausteinen die C3-Hydroxylgruppe direkt oder über eine Brücke zu einer
Aminogruppe umfunktionalisiert wurde, wurden hier bislang synthetisiert und untersucht.
Unter den Cholansäurehaltigen Macrocyclen auf Esterbasis verdienen besonders die
Macrolactone aus in der Regel zwei, drei, oder vier meist an C7 bzw. C12 weiter
funktionalisierten Cholansäuren besondere Beachtung. Die meisten dieser Verbindungen
1. Einleitung
7
wurden aus den monomeren Bausteinen dargestellt durch die sogenannte YamaguchiMacrolactonisierung8, einer kinetisch kontrollierten, unter den Reaktionsbedingungen nicht
reversiblen Oligocyclisierungsreaktion, welche in unterschiedlichen Anteilen ein Gemisch aus
Cholansäure-Macrocyclen vom Dimer bis (nachgewiesen) zum Hexamer liefert.
Diese
Macrolactone sind beispielsweise in der Lage, Kationen9 oder auch Ferrocen10 zu
komplexieren, bzw. als tetramere Schüssel, die auf der einen Seite durch einen Porphyrinring
verschlossen ist, sogar Morphin enantioselektiv zu erkennen11. Ein anderer synthetischer
Ansatz zur Konstruktion solcher Cholansäure-Macrolactone wird von J.K.M. Sanders et al.12
beschrieben: Er hat einen Weg zur thermodynamisch kontrollierten Macrolactonisierung
entwickelt, der auf einer Umesterungs-Reaktion beruht. Da die Cyclisisierungsreaktion bis zu
einem Quenching-Schritt reversibel ist, kann durch den Einsatz von Templaten während der
Reaktion die bevorzugte Bildung bestimmter Macrolactone induziert werden (beschrieben
wurde eine Verschiebung des Produktverhältnisses zugunsten der höheren Cyclen bei
Verwendung von Natrium-Ionen als Templat). Bei der Verwendung verschiedener
monomerer Cholansäure-Bausteine, welche gemischte Macrolactone liefern13, sieht Sanders
darin die Grundlage für den Aufbau dynamischer kombinatorischer Bibliotheken, durch die
selektiv und gezielt geeignete Wirtverbindungen für bestimmte Moleküle erhalten werden
können.
Cyclen auf Amid-Basis aus modifizierten Cholansäuren sind ebenfalls beschrieben und sind
beispielsweise in der Lage, Anionen14 oder Kohlenhydrate15 zu komplexieren. Ein Beispiel
für eine Kohlenhydrat-komplexierende Wirtverbindung stellt das Cholaphan 2 dar.
H
OR
O
N
OH
OH
N
H
2
O
OR
R = H oder R = OBn
1. Einleitung
8
Auch gemischte Macrocyclen wie 3 und 4 aus natürlichen Aminosäuren und jeweils zwei
Aminocholansäuren sind bekannt16. Hier dienen die Aminocholansäuren zur Fixierung
bestimmter Konformationen der Aminosäure-Komponenten im Cyclus. So wurden zum
Beispiel γ-Loops, β-Loops und helicale Konformationen in den dipeptidischen AminosäureKetten der Verbindung 4 postuliert. Bei diesen Systemen scheint jedoch der Raum im Inneren
der Cyclen aufgrund der zu geringen Größe nicht für Komplexierungen geeignet zu sein, wie
Komplexierungsversuche und Modellingstudien zeigen17.
R2
O
H
R1
R2
H N
O
H
N
R1
O
H
H N
N
O
O
H
H N
N H
H
O
N
O
N H
H
H
R2
O
O
N
N H
R1
H
R2
R1
O
3
a) R1 = R2 = H
b) R1 = H; R2 = OAc
c) R1 = R2 = OAc
4
In acyclischen Systemen dienen Gallensäure-Derivate unter anderem als Gerüst, um
biochemische Funktionen räumlich anzuordnen und zu permutieren18, oder um enantio- und
regioselektive Reaktionen (kovalent) gebundener Substrate zu induzieren19 oder zu
katalysieren20. Außerdem dienen an fester Phase fixierte aminofunktionalisierte Cholansäuren
als Linker bzw. Spacer für die kombinatorische Synthese von Peptidsträngen21 mit dem Ziel,
ein geeignetes Mimetikum für die katalytische Triade von Serinproteasen zu erhalten.
1.2. Zielsetzung
Aufgrund
ihrer
besonderen
Form
stellen
Cholansäuren
exzellente
Bausteine
für
supramolekulare Verbindungen, insbesondere für Wirtverbindungen, dar. Ein entscheidender
Nachteil bei der direkten Verwendung ist die relative Empfindlichkeit der aus ihnen
1. Einleitung
9
gebildeten Ester-Oligomere gegen Säuren und Basen, was sie für eine Verwendung als
Gerüstbausteine in katalytisch aktiven Systemen oder auch in Carrier-Systemen für
Medikamente als eher ungeeignet erscheinen läßt. Daher erschien es interessant, den in der
Arbeitsgruppe bereits aufgegriffenen Ansatz weiterzuverfolgen und an C3 α-aminofunktionalisierte Cholansäuren 5 als Bausteine zu verwenden, deren Oligomere durch die
amidische Verknüpfung zwei entscheidende Vorteile gegenüber Estern aufweisen sollten:
zum einen sind diese Bindungen gegen Säuren und Basen weitgehend unempfindlich, zum
anderen bringt der partielle Doppelbindungscharakter der Amidbindungen zusätzliche
Rigidität gegenüber der frei rotierbaren Esterbindung. Erste Arbeiten hierzu wurden bereits
von D. Albert unternommen, der durch Cyclodimerisierung von linearen Amiden, bestehend
aus jeweils einer Aminocholansäure und ein bzw. zwei natürlichen Aminosäuren, die Cyclen
3 und 4 erhalten und untersucht hatte (vgl. Kapitel 1.1.).
O
R2
OH
R1
NH2
5a R1 = R2 = H
5b R1 = H; R2 = OH
5c R1 = R2 = OH
In der vorliegenden Arbeit galt das Interesse der Synthese von linearen und cyclischen
Oligoamiden unter Verwendung von 3α-Aminolithocholsäure 5a, 3α-Aminodesoxycholsäure
5b und 3α-Aminocholsäure 5c. Hierzu war eine Optimierung des synthetischen Zuganges zu
diesen Aminocholansäure-Bausteinen wichtig, um sie auch in großem Maßstab leicht und
epimerenrein verfügbar zu machen. Direkte lineare Oligomere der Aminocholansäuren 5
waren noch unbekannt und es erschien interessant, zu untersuchen, ob bereits kleine Systeme
mit bis zu vier Bausteinen bereits konformative Besonderheiten aufweisen (z.B. die
Ausbildung einer Helix, welche in ihrem Inneren ähnlich wie bei der Jod-StärkeKomplexierung ein Gastmolekül aufnehmen könnte). Ebenso interessant erschien es, zu
überprüfen, ob die Aminocholansäuren 5 bei der Cyclisierung analog zur kinetisch
kontrollierten Macrolactonisierung ihrer natürlichen Stammverbindungen 1 (vgl. Kap. 1.1.)
ebenfalls höhere Amid-Oligocyclen liefern, oder ob hier nur eine reine Cyclodimerisierung
der Monomere beobachtet werden kann, wie sie unter den für eine Amid-Bindungsbildung
notwendigen Reaktionsbedingungen bislang an vergleichbaren Systemen gefunden worden
1. Einleitung
war15,
16
10
. Aufgrund der potentiellen Eignung als Wirtverbindungen sollten die bisher nicht
bekannten Cyclooligomere der Aminocholansäuren auch durch systematische Synthese, also
durch Cyclisierung der linearen Oligomere, zugänglich gemacht werden und hinsichtlich ihrer
Konformation und – exemplarisch – ihres Komplexierungsverhaltens untersucht werden.
Ein besonders vielversprechender Ansatz auf dem Weg zu neuen Wirtverbindungen ist die
bereits von D. Albert aufgegriffene Kombination von Aminocholansäuren mit natürlichen
Aminosäuren. Hier können die Vorteile des starren Steroid-Gerüsts mit seinen
Bindungsstellen bzw. Funktionalisierungsmöglichkeiten an C7 und C12 um die durch die
verschiedenen Seitenketten natürlicher Aminosäuren gegebene Vielfalt an Funktionalität
ergänzt werden und gleichzeitig konformative Besonderheiten in den Oligomeren induziert
werden. Im Rahmen der vorliegenden Arbeit sollten zur näheren Untersuchung dieses
Potentials lineare und cyclische Oligoamide synthetisiert werden, welche jeweils alternierend
aus einer natürlichen Aminosäure und einer Aminocholansäure bestehen. Dazu sollten vorab
synthetisierte Bausteine vom Typ Aminosäure-Aminocholansäure zunächst zu linearen
Oligomeren bis hin zum Hexaamid (auf die Bausteine bezogen also Trimere) gekoppelt
werden, welche dann anschließend systematisch zu den entsprechenden Cyclohexaamiden
cyclisiert werden sollten.
Die schematischen Darstellungen auf der folgenden Seite (Schema 1.1.) geben einen
Überblick über die Ziele der vorliegenden Arbeit.
1. Einleitung
Schema 1.1.
11
2. Synthetischer Teil
12
2. Synthetischer Teil
2.1. Synthese der 3α
α-Aminocholansäuren
O
R2
OH
R1
NH2
5a R1 = R2 = H
5b R1 = H; R2 = OH
5c R1 = R2 = OH
In der Literatur sind verschiedene Wege zur Darstellung von 3α-Aminocholansäuren 5
bekannt. Als Ausgangssubstanz der Synthesewege dienen jeweils die entsprechenden
Cholansäuren 1, die im Handel erhältlich sind. Man kann zwei grundsätzliche
Synthesestrategien unterscheiden: Erstens die Substitution der OH-Gruppe an C3 durch eine
Azidgruppe unter doppelter Inversion mit anschließender Reduktion des Azids, zweitens die
Oxidation der Alkohlofunktion an C3 zum entsprechenden Keton, welches weiter zum Oxim
umgesetzt wird. Die anschließende Reduktion des Oxims unter geeigneten Bedingungen
ergibt dann die entsprechenden 3α-Aminocholansäuren, wobei prinzipiell natürlich auch das
3β-Analogon entstehen kann.
Das Syntheseziel für diese Arbeit war eine Ausbeute von 10-20g epimerenreiner
3α-Aminocholansäure pro Ansatz über möglichst wenige Stufen, um damit eine Grundlage
für die optionale Übertragung der Synthese in Technikumsmaßstäbe zu schaffen.
2.1.1. Auswahl der Synthesestrategie für die vorliegende Arbeit
2.1.1.1. Synthesen nach der Azid-Route
Zu dieser Strategie, welche zunächst die Veresterung der Cholansäuren erfordert, sind bereits
mehrere Vorschriften veröffentlicht22. Auch in der hiesigen Arbeitsgruppe bestehen
Erfahrungen mit diesem Syntheseweg16, 17. Einen Überblick über das prinzipielle Vorgehen
bei dieser Strategie zeigt Schema 2.1. Die doppelte Inversion beruht auf einer zweifachen
Mitsunobu-Reaktion. Zum Teil sind die Synthesen auch mit größeren Mengen (Ansätze bis
5g) beschrieben, jedoch bergen sie alle den Nachteil, daß einige Reaktionsschritte sehr
2. Synthetischer Teil
13
empfindlich sind und Schutzgas und absolutierte Lösungsmittel erfordern und daß auf dem
Syntheseweg mindestens eine säulenchromatographische Reinigung notwendig ist. Dadurch
erschien die Anpassung der Synthese auf große Ansätze, wie es für diese Arbeit gewünscht
war, sehr schwierig.
Schema 2.1.
O
R1
OMe
Red.
HO
RO
R2
N3
H2N
2.1.1.2. Synthesen nach der Oxim-Route
Synthesen nach dieser Strategie (siehe Schema 2.2.) sind schon in den späten 40er Jahren von
Jones et al. sowie von Redel et al. beschrieben worden23. Nach der Oxidation an C3 wurde
hier jeweils das Keton in das entsprechende Oxim überführt und dieses dann mit Natrium in
siedendem Amylalkohol zum Amin reduziert. Zu dieser Zeit konnten jedoch noch keine
Angaben über die Stereochemie an C3 der gebildeten Aminocholansäuren gemacht werden.
Schema 2.2.
O
R
OH
HO
R2
Natrium/
Amylalkohol
NH2OH/
NaOAc
Ox.
O
HON
H2N
?
Ein Hinweis darauf, daß dieser Weg die korrekte Stereochemie liefert, fand sich in einer
aktuelleren Arbeit von Bellini et al.24: Bellini reduzierte das Oxim von 3-Oxo-Lithocholsäure
ebenfalls mit Natrium in Amylalkohol. Zwar entstand hierbei ein Gemisch von 3α- und
3β-Aminolithocholsäure im Verhältnis 90:10, doch gelang es Bellini durch geschickte
Aufarbeitung, den größten Teil des 3α-Epimers selektiv und ohne die Notwendigkeit einer
2. Synthetischer Teil
chromatographischen
14
Trennung
zu
isolieren.
Zum
Vergleich
stellte
er
reine
3β-Aminolithocholsäure durch direkte reduktive Aminierung des Ketons her. Da beide
Verbindungen unterschiedliche Kernresonanzspektren liefern müssen (in 3α-Aminolithocholsäure steht das Proton an C3 axial, was eine große Kopplung mit den benachbarten
Ringprotonen und damit ein breites Signal erwarten läßt, während das äquatoriale C3-Proton
in 3β-Aminolithocholsäure nur kleine Kopplungen zeigen sollte), kann die Zuordnung als
zuverlässig angesehen werden.
Da
Redel
und
Jones
auch
die
Darstellung
von
3-Aminodesoxycholsäure
und
3-Aminocholsäure auf diesem Weg beschrieben hatten23, erschien es plausibel, daß auch hier
bevorzugt die 3α-Epimeren entstehen sollten. Weil die 3-Oxo-Verbindungen aus den
entsprechenden Cholansäuren relativ leicht in wenigen Schritten zugänglich sind und bis zum
Oxim keinerlei chromatographische Trennungen erforderlich sind, und da Redel und Jones
die Aminocholansäuren bereits in großen Ansätzen (bis ca. 20 g) synthetisiert hatten, erschien
es sinnvoll, die Synthese der 3α-Aminocholansäuren 5 für die vorliegende Arbeit nach dieser
Strategie zu versuchen, zumal auch in keinem Syntheseschritt die Verwendung von Schutzgas
oder größeren Mengen absolutierter Lösungsmittel erforderlich sein sollte.
2.1.2. Syntheseweg für die 3α
α-Aminocholansäuren 5
Ausgangspunkt der Synthese waren die im Handel erhältlichen Cholansäuren 1a-c. Zur
Synthese der 3α-Aminocholansäuren 5a-c über die Oxim-Route mußten zunächst die
entsprechenden 3-Oxo-Cholansäuren 6a-c hergestellt werden, aus denen das Oxim durch
Umsetzung mit Hydroxylamin zugänglich ist.
2.1.2.1. 3-Oxo-Cholansäuren 6
Während 3-Oxo-Lithocholsäure 6a durch einfache Jones-Oxidation aus Lithocholsäure
selektiv hergestellt werden kann, ist bei Chol- und Desoxycholsäure zu beachten, daß die
OH-Gruppen an C7 bzw. C12 nicht ebenfalls oxidiert werden. Dies kann entweder durch
selektive Oxidation an C3 erfolgen, z.B. mit Aluminium-tert-butylat23, oder durch Schützen
der OH-Gruppen an C7 und C12. In der vorliegenden Arbeit wurde letztere Alternative
gewählt.
2. Synthetischer Teil
15
2.1.2.1.1. 3-Oxo-Lithocholsäure 6a
Die 3-Oxo-Lithocholsäure 6a wurde nach einer Standardvorschrift25 durch Oxidation von
Lithocholsäure mit Jones-Reagenz dargestellt. In Abweichung der Vorschrift wurde ein
1:1-Gemisch von Aceton und Essigsäure als Lösungsmittel verwendet, da Lithocholsäure in
reinem Aceton unlöslich ist. Das Keton konnte nach Umkristallisation aus Methanol/Wasser
in sehr guter Ausbeute (93.4 %) rein erhalten werden. Die Herstellung auch in großen
Ansätzen (getestet bis 20g Lithocholsäure als Edukt) war problemlos möglich. Eine
alternative Oxidation mit NaOCl-Lösung wurde versucht, um die Verwendung des
krebserregenden CrVI und die Entstehung schwermetallsalzhaltiger Abwässer zu umgehen,
lieferte jedoch keine reproduzierbar guten Ergebnisse.
2.1.2.1.2. 3-Oxo-Desoxycholsäure 6b und 3-Oxo-Cholsäure 6c
Für die Darstellung der Ketone von Desoxycholsäure und Cholsäure wurde die
Synthesestrategie von Leppik et al.25 gewählt. Hierbei wurden zunächst alle OH-Gruppen mit
Ameisensäure unter Bildung der Formyloxy-Verbindungen 7b und 7c verestert26. Dieser
Schritt verläuft quantitativ und die performyloxylierten Cholansäuren können ohne
Reinigungsschritt weiterverwendet werden. Anschließend wurde der Ameisensäureester an
C3 selektiv verseift. Dies wurde durch langsames Zutropfen stöchiometrischer Mengen einer
0.2 M NaOH-Lösung zu einer Lösung von 7b bzw. 7c in Aceton erreicht. Die selektive
Verseifung auf diese Weise ist deshalb möglich, weil der OH--Angriff an die FormyloxyGruppierungen an C7 und C12 durch das Steroid-Gerüst sterisch gehindert ist, so daß die
Formyloxy-Gruppe an C3 am schnellsten angegriffen wird. Im nachfolgenden Schritt wurden
die gebildeten Verbindungen 8b und 8c mit Jones-Reagenz oxidiert, woraufhin die
verbliebene(n) Formyloxy-Schutzgruppe(n) durch Auflösen in 0.5 M NaOH unter kurzem
Erwärmen entfernt werden konnten. Die einzelnen Schritte der Synthese sind im
nachfolgenden Schema 2.3. exemplarisch am Beispiel der Cholsäure 1c dargestellt:
2. Synthetischer Teil
16
Schema 2.3.
O
O
OH
OH
OH
OH
OH
O
HCOOH
HClO4
O
H
O
O
1c
O
H
H
O
2 eq. NaOH
7c
O
OH
O
O
H
O
OH
O
OH
OH
OH
O
H
NaOH
O
OH
6c
8c
O
JonesReagenz
O
H
(Überschuß)
O
O
H
O
9c
O
Die Darstellung der 3-Oxo-Cholansäuren 6b und 6c erfolgte – bezogen auf die eingesetzte
Desoxycholsäure 1b bzw. Cholsäure 1c – auf diesem Wege praktisch quantitativ. Hierbei
waren selbst Ansätze, die von 50 g Desoxycholsäure bzw. Cholsäure ausgingen, erfolgreich.
Bei sorgfältiger Durchführung war in keiner der Synthesestufen ein Reinigungsschritt wie
z.B. eine Umkristallisation erforderlich, da die Zwischenprodukte nach der in der Literatur
beschriebenen Aufarbeitung jeweils sowohl DC- als auch NMR-rein waren. Die Ketone 6b
und 6c kristallisierten bereits beim Einengen der Chloroformlösung aus der Aufarbeitung.
Auch hier konnte aufgrund der DC-und NMR-Reinheit auf ein Umkristallisieren verzichtet
werden. Umkristallisieren einer kleinen Menge 3-Oxo-Desoxycholsäure lieferte Kristalle, die
röntgenstrukturanalytisch untersucht werden konnten. Die ermittelte Röntgenstruktur
(Abb. 2.1.) belegt, daß die Oxidation tatsächlich selektiv an C3 erfolge und das übrige
Steroidgerüst unverändert erhalten geblieben ist.
2. Synthetischer Teil
17
Abbildung 2.1. Kristallstruktur von 3-Oxo-Desoxycholsäure 6b. Details siehe Anhang A.
2.1.2.2. Cholansäure-3-Oxime 10a-c
Die Oxime wurden nach einer Standardvorschrift durch Umsetzung der Ketone mit
Hydroxylammoniumchlorid in refluxierendem Methanol hergestellt, welche bereits von Redel
erfolgreich angewendet worden war23. Dabei diente Natriumacetat als Hilfsbase. Nach
Umkristallisation (Methanol/TBME oder reines Methanol) konnten alle drei Oxime in recht
guten Ausbeuten rein (DC, NMR) erhalten werden. Hierbei wurden bis zu 42 g
Desoxycholsäure-3-oxim 10b (82.7 % Ausbeute) bzw. 38 g Cholsäure-3-Oxim 10c (74.4 %
Ausbeute) bzw. 18 g Lithocholsäure-3-oxim 10a (92.4 % Ausbeute) in einem Ansatz
hergestellt.
2.1.2.3. 3α
α-Aminocholansäuren 5a-c
Die 3α-Aminocholansäuren 5a, 5b und 5c wurden durch Reduktion der entsprechenden
Oxime mit Natrium in siedendem Amylalkohol hergestellt. Die Isolierung der reinen
3α-Aminocholansäuren erfolgte in leichter Abweichung der Vorschrift von Bellini et al.
durch Waschen der mit Ether verdünnten Reaktionsmischung mit kleinen Portionen Wasser,
bis das Waschwasser annähernd neutral reagierte. Anschließend konnten die 3α-Aminocholansäuren durch Zugabe von verdünnter Schwefelsäure aus den vereinigten Waschwässern
ausgefällt werden: 3α-Aminolithocholsäure 5a präzipitierte ab pH 7,
3α-Aminodesoxy-
cholsäure 5b bei pH 9-11 (bei weiterer Säurezugabe erfolgt jedoch eine erneute Auflösung
2. Synthetischer Teil
18
des Niederschlages) und 3α-Aminocholsäure 5c etwa bei pH 5. Die tatsächliche α-Stellung
der Aminogruppe an C3 des Steroidgerüstes konnte für 5a und 5b durch Kristallstrukturen
von Folgeverbindungen belegt werden (siehe Kapitel 3), für 5c ergibt sie sich durch
Analogieschluß aus dem Vergleich der NMR-Signale der C3-Protonen der drei
Aminocholansäuren.
Die Ansatzgröße wurde hier lediglich limitiert durch die Handhabbarkeit der nötigen
Lösungsmittelmengen bei der Aufarbeitung, da der größte zur Verfügung stehende
Scheidetrichter ein Fassungsvermögen von lediglich 5 Litern hatte. Somit war die
Ansatzgröße auf maximal ca. 20-22g der Oxime 10a-c begrenzt.
Ausbeuten über alle Stufen (ausgehend von den entsprechenden Cholansäuren 1a-c):
3α-Aminolithocholsäure 5a: 59.9 %
3α-Aminodesoxycholsäure 5b: 59.9 %
3α-Aminocholsäure 5c: 44.3 %
Damit konnten auf diese Weise sogar bessere Ausbeuten erzielt werden als mit der in der
Arbeitsgruppe bisher genutzten Azid-Route (max. 43 % über alle Stufen).
2.2. Synthese linearer Oligoamide mit Aminocholansäuren
Die Darstellung der Oligoamide erfolgte nach Standard-Kopplungsmethoden aus der
Peptidchemie mit Boc-Schutzgruppenstrategie. Als Bausteine dienten entweder die
3α-Aminocholansäuren
selbst
(Typ
1),
die
für
die
Oligoamid-Synthese
selektiv
aminoterminal (zu 3α-t-Butyloxycarbonylaminocholansäuren 11a-c) oder carboxyterminal
(zu 3α-Aminocholansäuremethylester-Hydrochloriden 12a-c) geschützt wurden, oder die
aminoterminal um eine natürliche L-Aminosäure verlängerten Aminocholansäuren (Typ 2)
(vgl. hierzu Schema 2.4.).
2. Synthetischer Teil
19
Schema 2.4.
In der vorliegenden Arbeit galt es zunächst, Oligomere der Typ-1- und einiger Typ-2Bausteine zu synthetisieren und zu untersuchen. Grundsätzlich sind hier verschiedene
Synthesestrategien möglich: ein blockweiser Aufbau (konvergente Synthese, vgl. Schema
2.5.a.) oder ein sequentieller Aufbau, wobei die Oligoamid-Ketten entweder aminoterminal
oder carboxyterminal Baustein für Baustein verlängert werden können (siehe Schema 2.5.b.).
Der blockweise Aufbau hat dabei – neben den prinzipiellen Vorteilen einer konvergenten
Synthese – allerdings den Nachteil, dass grundsätzlich nur geradzahlige Oligomere
synthetisiert werden können, weshalb er nur mit Aminolithocholsäure exemplarisch
durchgeführt wurde. Bei der sequentiellen Kettenverlängerung ist prinzipiell die
aminoterminale Verlängerung, wie sie auch standardmäßig in der Peptidchemie angewandt
wird, vorzuziehen, da die hierzu nötige Abspaltung der Boc-Schutzgruppe sehr leicht und im
Regelfall quantitativ mit Trifluoressigsäure (TFA) erreicht werden kann, wogegen die zur
carboxyterminalen Kettenverlängerung notwendige quantitative Verseifung des Methylesters
ungleich schwieriger ist27.
2. Synthetischer Teil
Schema 2.5.
20
2. Synthetischer Teil
21
Zur besseren Übersichtlichkeit bei der Beschreibung der Oligoamide in den folgenden
Abschnitten wurde, analog der Kurzschreibweise für natürliche Aminosäuren in Peptidketten
und Proteinen, in der vorliegenden Arbeit für die verwendeten Aminocholansäuren ebenfalls
ein Drei-Buchstaben-Code eingeführt, der in der nachfolgenden Tabelle (Tab. 2.1.) dargestellt
ist:
Aminocholansäure
Abkürzung
3α-Aminolithocholsäure 5a
LCS
3α-Aminodesoxycholsäure 5b
DCS
3α-Aminocholsäure 5c
CHS
Tabelle 2.1.: Dreibuchstabencode für
3α-Aminocholansäuren
Bei der Angabe der Sequenzabfolge der Oligoamide wird entsprechend der in der
Peptidchemie üblichen Konventionen mit dem aminoterminalen Baustein begonnen.
2.2.1. Lineare Oligomere aus Typ-1-Bausteinen
Hier wurden Oligomere bis hin zum Tetramer synthetisiert, jeweils auf unterschiedlichen
Wegen (vgl. Schema 2.5.). Aufgrund der schlechter werdenden Löslichkeit wurde auf die
Synthese höherer Oligomere verzichtet. Zur Knüpfung der Amid-Bindungen wurden
verschiedene Kopplungsreagenzien getestet. Mit einigen konnte keine bzw. keine
nennenswerte Kopplung erreicht werden, wie z.B. mit CDMT (2-Chlor-4,6-dimethoxy-1,3,5triazin) oder T3P (PPA, Propanphosphonsäureanhydrid). Die besten Ergebnisse konnten
durch Einsatz von DEPC (Diethylcyanophosphonat oder Diethylphosphorylcyanid) und EDC
(N-Ethyl-N‘-(3-dimethylaminopropyl)-carbodiimid-hydrochlorid) erzielt werden, wobei EDC
in den meisten Fällen den Vorzug erhielt, da dessen Reaktionsprodukte bei der Aufreinigung
leichter aus dem Reaktionsgemisch zu entfernen sind als die von DEPC und im allgemeinen
die Handhabung von DEPC aufgrund seiner hohen Giftigkeit mit größeren Risiken verbunden
ist. Die Boc-Abspaltung zur aminoterminalen Kettenverlängerung gelang jeweils quantitativ
durch den Einsatz von TFA, die Verseifung der Methylesterschutzgruppe war erheblich
aufwendiger, erforderte hohe Überschüsse an KOH und, zur quantitativen Abspaltung, lange
2. Synthetischer Teil
22
Reaktionszeiten (1-3 Tage). Zwar konnten in der vorliegenden Arbeit, von wenigen
Ausnahmen abgesehen, bei der Esterverseifung sehr gute Ausbeuten (meist ca. 90-99 %)
erzielt werden, jedoch bergen die angegebenen Reaktionsbedingungen bei bestimmten
Systemen die Gefahr von Nebenreaktionen (z.B. Eliminierung oder gar die teilweise Spaltung
der Amid-Bindungen).
2.2.1.1. Lineare Oligomere von 3α
α-Aminolithocholsäure 5a
Hier wurde zur Synthese der blockweise Aufbau gewählt und DEPC als Kopplungsreagenz
verwendet. Somit wurden hier nur die geradzahligen Oligomere Boc-LCS-LCS-OMe 13a und
Boc-LCS-LCS-LCS-LCS-OMe 14a, also das Dimer und das Tetramer, erhalten, welche durch
Umfällen bzw. Umkristallisieren rein isoliert werden konnten. Die isolierten Ausbeuten waren
zufriedenstellend (Dimer: 71.2 %; Tetramer: 65.3 %), jedoch deutlich kleiner als die
tatsächlichen Ausbeuten, da bei der gewählten Reinigungsmethode noch beträchtliche
Produktmengen in Lösung verblieben, welche jedoch auf diesem Weg nicht weiter von den
Verunreinigungen getrennt werden konnten. Eine säulenchromatographische Reinigung war
aufgrund der Empfindlichkeit der Boc-Schutzgruppe nicht möglich.
O
OCH3
O
N
H
13a
O
O
N
H
2.2.1.2. Lineare Oligomere von 3α
α-Aminodesoxycholsäure 5b
Hier wurde zur Synthese der sequentielle Aufbau gewählt und EDC als Kopplungsreagenz
verwendet. Das in guter Ausbeute (93.8 %) isolierte Dimer Boc-DCS-DCS-OMe 15a wurde
zunächst aminoterminal um einen Baustein verlängert, wobei sich jedoch ein Problem ergab:
durch
den
zur
aminoterminalen
Verlängerung
zuerst
notwendigen
Schritt
der
2. Synthetischer Teil
23
Boc-Schutzgruppenabspaltung mit Trifluoressigsäure (TFA) trat eine Nebenreaktion ein,
nämlich die teilweise Veresterung der freien OH-Gruppen des Dimers mit TFA, was dazu
führte, dass das Trimer 16a zu einem kleinen Teil als einfacher oder zweifacher TFA-Ester
vorlag (siehe hierzu das NMR-Spektrum, Abb. 3.3.a, im Kapitel 3). Immerhin war die
teilweise Veresterung bei der Zuordnung der NMR-Signale zu den einzelnen Bausteinen
hilfreich. Die weitere Kettenverlängerung zum Tetramer wurde dann carboxyterminal
durchgeführt, da bei der hier ohnehin notwendigen Verseifung des Methylesters auch die
TFA-Ester der OH-Gruppen entfernt werden konnten. Eine Reinigung des Trimers als
Methylester gelang nicht, da bei dem Versuch, die sehr labilen TFA-Ester mit feuchtem
Natriumcarbonat in Methanol selektiv zu verseifen, auch der Methylester zum Teil mitverseift
wurde. Das Trimer, Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a, und das Tetramer Boc-DCS-DCS-DCSDCS-OMe 17a, konnten jeweils in guten bis sehr guten Ausbeuten isoliert werden (Trimer:
97.8 % (leicht verunreinigt durch TFA-Ester, s.o.); Tetramer: 91.7 %). Vom Trimer wurde
zusätzlich das carboxyterminal entschützte Derivat Boc-DCS-DCS-DCS-OH 16b genauer
untersucht, da dies im Gegensatz zum Methylester 16a rein isoliert werden konnte.
O
OCH3
OH
O
N
H
OH
O
N
H
OH
16a
O
O
N
H
2.2.1.3. Lineare Oligomere von 3α
α-Aminocholsäure 5c
Aufgrund der bei den Aminodesoxycholsäure aufgetretenen Probleme wurde hier von
vorneherein die carboxyterminale Kettenverlängerung gewählt, um die eventuelle Bildung
von TFA-Estern zu vermeiden. Es wurden in jeweils guten bis sehr guten Ausbeuten das
Dimer Boc-CHS-CHS-OMe 18a (Ausbeute: 79.0 %), das Trimer Boc-CHS-CHS-CHS-OMe
2. Synthetischer Teil
24
19a (98.0 %), sowie das Tetramer Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe 20a (84.1 %) synthetisiert
und charakterisiert.
O
OCH3
OH
O
OH
N
H
OH
O
OH
N
H
OH
O
OH
N
H
OH
O
O
20a
OH
N
H
2.2.2. Lineare Oligomere aus Typ-2-Bausteinen
Hier wurden Systeme bis zum linearen Trimer (bezogen auf die Typ-2-Bausteine, also
insgesamt Hexapeptide) synthetisiert. Basis war wie bei den Typ-1-Oligomeren die
sequentielle Kettenverlängerung (siehe Schema 5b), welche je nach System aminoterminal
oder carboxyterminal durchgeführt wurde. Als Kopplungsreagenz wurde durchgehend EDC
verwendet. Im Übrigen gelten die gleichen allgemeinen Angaben wie in 2.2.1.
2.2.2.1. Synthese der Typ-2-Bausteine
Die Synthese der Typ-2-Bausteine erfolgte jeweils aus einer Boc-geschützten L-Aminosäure
und einer der Methylester-geschützten 3α-Aminocholansäuren 12a-c mit EDC als
Kopplungsreagenz und lieferte jeweils gute bis sehr gute Ausbeuten. Als natürliche
Aminosäuren wurden Boc-L-Valin und ε-Benzyloxycarbonylgeschütztes Boc-L-Lysin
(Boc-Lys[Z]-OH) verwendet.
2. Synthetischer Teil
25
Übersicht über die synthetisierten Typ-2-Monomere:
Monomer
Ausbeute
O
OCH3
Boc-Val-LCS-OMe 21a
O
87.9 %
N
H
H
N
O
O
O
OCH3
Boc-Lys[Z]-LCS-OMe 22a
O
84.0 %
N
H
H
O
N
N
O
O
H
O
O
OCH3
OH
Boc-Val-DCS-OMe 23a
O
94.2 %
N
H
H
N
O
O
O
OCH3
OH
OH
Boc-Val-CHS-OMe 24a
O
92.2 %
N
H
H
N
O
Das
Boc-Val-LCS-OMe-Monomere
O
21a
kristallisierte
aus
Methanol
und
konnte
röntgenstrukturanalytisch untersucht werden. Die Kristallstruktur wird im Konformativen Teil
diskutiert.
2. Synthetischer Teil
26
Die Abspaltung der Boc-Schutzgruppe zur weiteren Verwendung der Monomere wurde
jeweils unter besonders schonenden Bedingungen (0°C, max. 30-45 min Reaktionszeit)
durchgeführt, um Nebenreaktionen wie die teilweise TFA-Veresterung an den DCS- und
CHS-Monomeren 23a und 24a oder die unwerwünschte Abspaltung der Z-Schutzgruppe an
Boc-Lys[Z]-LCS-OMe 22a zu unterdrücken bzw. im Idealfall völlig zu unterbinden. Dies
gelang in allen Fällen unter Erhalt der quantitativen Boc-Abspaltung.
2.2.2.2. Synthese der linearen Typ-2-Oligomere
2.2.2.2.1. Oligomere aus Val-LCS-Bausteinen
Es wurden auf dem Weg der sequentiellen aminoterminalen Kettenverlängerung das Dimer
25a und das Trimer 26a synthetisiert. Sowohl Boc-Val-LCS-Val-LCS-OMe 25a als auch
Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe 26a konnten in sehr guten Ausbeuten isoliert werden
(97.3 % bzw. 90.6 %).
O
OCH3
O
N
H
H
N
O
O
N
H
25a
H
N
O
O
2.2.2.2.2. Oligomere aus Lys[Z]-LCS-Bausteinen
Hier konnten bei der (ebenfalls aminoterminal durchgeführten) Kettenverlängerung keine so
guten Ergebnisse erzielt werden. Während das Dimer Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe
27a noch in sehr guter Ausbeute (92.4 %) isoliert werden konnte, lieferte die weitere
2. Synthetischer Teil
27
Kettenverlängerung
zum
Trimer
Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe
28a
lediglich 72.6 % Ausbeute. Zudem konnte es massenspektrometrisch nicht zweifelsfrei als
Trimer identifiziert werden, da der Massenpeak (1998.4) um 7 Einheiten zu hoch lag. Dies
könnte aber auch darauf zurückzuführen sein, dass das FAB-Massenspektrometer lediglich
einen Messbereich bis etwa 2000 m/z aufweist und es für den Standard-Servicebetrieb auf
Massen unterhalb von 1000 kalibriert ist. Diese Vermutung konnte durch das NMR
untermauert werden, welches deutliche Hinweise dafür liefert, dass es sich bei der isolierten
Verbindung tatsächlich um das gewünschte Trimer handelt. Außerdem lieferte die
Cyclisierung der Verbindung zweifelsfrei das cyclische Hexaamid Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3 37
(siehe 2.3.2.6. bzw. im Konformativen Teil).
O
OCH3
O
N
H
H
O
N
N
O
O
O
H
N
H
H
O
N
N
O
O
N
O
H
28a
H
H
O
N
N
O
O
O
H
2.2.2.2.3. Oligomere aus Val-DCS-Bausteinen
Aufgrund des Vorhandenseins freier OH-Gruppen wurde hier der Weg der carboxyterminalen
Kettenverlängerung gewählt. Das Dimer Boc-Val-DCS-Val-DCS-OMe 29a konnte in sehr
guter Ausbeute (92.4 %) isoliert werden, die Verlängerung um einen weiteren Baustein
lieferte das Trimer Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe 30a in immerhin noch guten
85.5 % Ausbeute.
2. Synthetischer Teil
28
O
OCH3
OH
O
N
H
H
N
O
OH
O
29a
N
H
H
N
O
O
2.2.2.2.4. Oligomere aus Val-CHS-Bausteinen
Auch hier wurde aufgrund des Vorhandenseins freier OH-Gruppen der Weg der
carboxyterminalen Kettenverlängerung für die Darstellung des Dimers und des Trimers
gewählt. Das Dimer Boc-Val-CHS-Val-CHS-OMe 31a konnte in sehr guten 95.8 % Ausbeute
isoliert werden, die Ausbeute beim Trimer Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe 32a lag
bei recht guten 79.9 %.
O
OCH3
OH
OH
O
N
H
H
N
O
OH
OH
O
N
H
H
N
O
OH
OH
O
N
H
H
N
O
O
32a
2. Synthetischer Teil
29
2.2.3. Tabellarische Übersicht über alle synthetisierten linearen Oligoamide
dargestelltes Oligoamid
Ausbeute*
lineare Oligoamide vom Typ 1
Boc-LCS-LCS-OMe 13a
71.2 %
Boc-DCS-DCS-OMe 15a
93.8 %
Boc-CHS-CHS-OMe 18a
79.0 %
Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a
97.8 %
Boc-CHS-CHS-CHS-OMe 19a
98.0 %
Boc-LCS-LCS-LCS-LCS-OMe 14a
65.3 %
Boc-DCS-DCS-DCS-DCS-OMe 17a
91.7 %
Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe 20a
84.1 %
lineare Oligoamide vom Typ 2
Boc-Val-LCS-OMe 21a
87.9 %
Boc-Lys[Z]-LCS-OMe 22a
84.0 %
Boc-Val-DCS-OMe 23a
94.2 %
Boc-Val-CHS-OMe 24a
92.2 %
Boc-Val-LCS-Val-LCS-OMe 25a
97.3 %
Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 27a
92.4 %
Boc-Val-DCS-Val-DCS-OMe 29a
92.4 %
Boc-Val-CHS-Val-CHS-OMe 31a
95.8 %
Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe 26a
90.6 %
Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 28a
72.6 %
Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe 30a
85.5 %
Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe 32a
79.9 %
*) Die Ausbeuten beziehen sich jeweils auf den letzten Kopplungsschritt.
2. Synthetischer Teil
30
2.3. Cyclische Oligoamide mit 3α
α-Aminocholansäuren
Zur Synthese cyclischer Oligoamide mit den zur Verfügung stehenden Aminocholansäuren
erschienen zwei Zugangswege interessant. Zum einen ist dies die Cyclisierung der
entsprechenden linearen Oligomere. Zum anderen erschien es vielversprechend, die
monomeren Bausteine vom Typ 1 und 2 den Cyclisierungsbedingungen zu unterwerfen und
zu prüfen, inwieweit hier neben der Cyclodimerisierung, wie sie bereits von D. Albert16,
17
und von P. Davis15 an steroidalen Aminosäure-Systemen beobachtet worden war (vgl.
Einleitung), auch die Entstehung höherer Oligocyclen zu beobachten ist. Dies war
insbesondere interessant, da die Bildung cyclischer Ester-Oligomere mit gewöhnlichen
Gallensäuren bereits in der Literatur beschrieben ist9-12 (siehe hierzu die Ausführungen in der
Einleitung). Die kinetisch kontrollierte Variante ist als Yamaguchi-Macrolactonisierung8
bekannt und liefert bei Cholansäuren Oligocyclen bis hin zum Hexamer. Eine mögliche
Analogie für die Bildung entsprechender Macrolactame aus Aminocholansäuren unter
kinetischer Reaktionskontrolle erschien vor diesem Hintergrund plausibel. Deshalb wurden in
der vorliegenden Arbeit sowohl lineare Oligomere als auch – zumindest im Fall der
Typ-1-Bausteine – die Monomere den Cyclisierungsbedingungen unterworfen. Die beiden
Zugangswege zur Cyclooligoamid-Darstellung sind in Schema 2.6. veranschaulicht.
Schema 2.6.
2. Synthetischer Teil
31
Als Basisvorschrift für die Cyclisierung wurde die von Grießer, Kroner und Schmidt in
Synthesis für die Cyclisierung von Peptiden beschriebene One-Pot-Reaktionsfolge28 mit einer
leichten Modifikation im Cyclisierungsschritt gewählt. Dabei wird zunächst das
aminoterminal
Boc-geschützte
Oligoamid
(bzw.
der
monomere
Baustein)
am
Carboxyterminus mit Pentafluorphenol verestert (mittels Dicyclohexylcarbodiimid als
Auxiliar), anschließend mit Trifluoressigsäure die Boc-Schutzgruppe abgespalten und
gleichzeitig die freiwerdende Aminogruppe als Ammoniumtrifluoracetat erneut geschützt. Die
Cyclisierung wird dann in einem intensiv gerührten Zweiphasensystem CHCl3/NaHCO3(aq)
durch endgültiges Entschützen der Aminogruppe mittels der wäßrigen HydrogencarbonatLösung initiiert. Dabei ist aufgrund der starken Pentafluorphenolester-Aktivierung der
Carboxyfunktion kein weiteres Kopplungsreagenz erforderlich – der Angriff der
Aminofunktion und damit die Cyclisierung tritt spontan ein und in der Literaturvorschrift
werden lediglich 5 Minuten als Reaktionszeit angegeben. Um ein vollständiges Abreagieren
der Edukte sicherzustellen wurde das Reaktionsgemisch bei den Cyclisierungen dieser Arbeit
jedoch über zwei Tage gerührt. Dies hat zudem den Vorteil, dass bei Systemen mit freien
OH-Gruppen während des Entfernens der Boc-Schutzgruppe möglicherweise entstandene
Trifluoressigsäureester
(siehe
hierzu
Abschnitt
2.2.1.2)
unter
den
basischen
Reaktionsbedingungen weitgehend wieder gespalten werden können. Die Reaktionsfolge der
Cyclisierung ist in Schema 2.7. wiedergegeben.
Schema 2.7.
2.3.1. Unsystematische Oligocyclisierung von Typ-1-Monomeren
Es wurden alle drei zur Verfügung stehenden Aminocholansäuren hinsichtlich ihres
Cyclisierungsverhaltens untersucht. Bei diesen Cyclisierungen wurde der eigentliche
Cyclisierungsschritt mit Monomer-Konzentrationen von 3.333 mmol/l (bezogen auf die
organische Lösungsmittelkomponente) durchgeführt und das Rohprodukt vor der weiteren
2. Synthetischer Teil
32
Reinigung jeweils massenspektrometrisch auf die enthaltenen cyclischen Oligomere
untersucht.
2.3.1.1. Oligocyclisierung von 3α
α-Aminolithocholsäure 5a
1 mmol der Boc-geschützten Aminolithocholsäure 11a wurde gemäß Schema 2.6. cyclisiert.
Die massenspektrometrische Untersuchung des Rohproduktes zeigte, dass hierbei neben dem
Cyclodimer 33a wie erwartet auch noch zwei höhere Oligomere, nämlich das Cyclotrimer
33b und das Cyclotetramer 33d, entstanden sind (vgl. Abb. 2.2.).
Abbildung 2.2. FAB-Massenspektrum des Produktgemisches aus der Oligocyclisierung von
3α-Aminolithocholsäure5a.
Desweiteren
wurden
bei
der
dünnschichtchromatographischen
Untersuchung
des
Rohproduktes noch diverse Nebenprodukte gefunden. Eine Reinigung bzw. Auftrennung des
Produktgemisches gestaltete sich jedoch äußerst schwierig. Die beiden Hauptprodukte, das
3α-Aminolithocholsäure-Cyclodiamid 33a und das 3α-Aminolithocholsäure-Cyclotriamid
33b, waren unter allen getesteten flash-säulenchromatographischen Bedingungen praktisch
nicht voneinander zu trennen. Das Cyclotetraamid 33c ließ sich auf diesem Wege ebenfalls
nicht isolieren. Auf weitere Trennungsversuche des Gemisches (HPLC, Reversed-Phase-
2. Synthetischer Teil
33
Methoden, Kapillarelektrophorese etc.) wurde nach anfänglichen Vorversuchen verzichtet, da
der hierfür zu erwartende Aufwand in keinem vertretbaren Verhältnis zum wissenschaftlichen
Nutzen stand: Diese Systeme eignen sich mangels einer weiteren Funktionalisierung, wie sie
beispielsweise in Cyclooligoamiden von Aminodesoxycholsäure und Aminocholsäure durch
die freien OH-Gruppen am Steroid-Gerüst gegeben ist, nicht für eine weitere Verwendung,
etwa in Komplexierungsversuchen, weshalb diese Oligocyclisierung ohnehin nur als
Modellversuch
für
die
entsprechend
weiter
funktionalisierten
Aminocholansäuren
durchgeführt wurde. Ein darüber hinausgehendes Interesse an den AminolithocholsäureCyclooligoamiden 33 bestand nicht.
2.3.1.2. Oligocyclisierung von 3α
α-Aminodesoxycholsäure 5b
Auch hier wurde 1 mmol der Boc-geschützten 3α-Aminodesoxycholsäure 11b den
Cyclisierungsbedingungen
unterworfen.
Die
massenspektrometrische
Analyse
des
Roproduktes zeigte hier, analog zur Aminolithocholsäure-Cyclisierung, ebenfalls das
Vorhandensein des Cyclodimers, des Cyclotrimers sowie des Cyclotetramers. Bei der
säulenchromatographischen Auftrennung des Gemisches konnten das 3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclodiamid 34a und das 3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 34b isoliert
werden. Die Ausbeuten waren für eine unsystematische Cyclisierung sehr zufriedenstellend:
Vom Cyclodimer 34a wurden 120 mg erhalten, was bezogen auf das eingesetzte Monomer
einer relativen Ausbeute von 32.1 % der Theorie entspricht, vom Cyclotrimer 34b wurden
immerhin 34 mg (9.1 %) isoliert. Eine Isolierung des massenspektrometrisch nachgewiesenen
Cyclotetramers 34c gelang leider nicht, was wahrscheinlich darin begründet liegt, dass es bei
der Cyclisierung wohl nur in sehr geringer Menge entstanden ist. Vom Cyclodimer 34a
wurden Kristalle sehr guter Qualität erhalten, die eine röntgenstrukturanalytische Bestimmung
der Kristallstruktur ermöglichten (siehe Diskussion im Konformativen Teil).
2. Synthetischer Teil
34
O
OH
OH
O
N
H
N
H
N
H
O
O
N
H
34b
OH
HO
OH
H
34a
N
O
2.3.1.3. Oligocyclisierung von 3α
α-Aminocholsäure 5c
Die Oligocyclisierung von 1 mmol Boc-geschützter 3α-Aminocholsäure 11c führte hier – im
Unterschied zu den beiden anderen Aminocholansäuren – fast ausschließlich zur Bildung des
3α-Aminocholsäure-Cyclodiamids 35a. Von diesem konnten 220 mg isoliert werden, was
einer sehr guten Ausbeute von 48.5 % entspricht. Hierfür könnten Löslichkeitseffekte
verantwortlich sein, die im Cyclisierungsschritt eine Zusammenlagerung zweier Monomerer
durch polare Wechselwirkungen (OH---OH) begünstigen. Diese Vermutung wird unterstützt
durch die Tatsache, dass das Cyclodimer in Chloroform unlöslich war und aus der
Cyclisierungslösung ausfiel. In diesem Präzipitat konnten massenspektrometrisch auch
Spuren des Cyclotrimers 35b und des Cyclotetramers 35c nachgewiesen werden, eine
Isolierung gelang jedoch nicht, da sie nur in geringer Menge vorhanden waren und eine
säulenchromatographische Trennung aufgrund der schlechten Löslichkeit des Präzipitats nicht
in Frage kam. Das Cyclodimer 35a konnte durch Kristallisation (es löste sich in der
Siedehitze langsam in einem THF/EtOH-Gemisch) aus dem Präzipitat isoliert und gereinigt
werden.
2. Synthetischer Teil
35
OH
O
OH
H
N
N
H
OH
O
OH
35a
2.3.2. Cyclisierung linearer Oligoamide
Hier wurden gegenüber der unsystematischen Oligocyclisierung die Konzentrationen so
angepasst, dass die Konzentration an linearem Oligomer in der Cyclisierungslösung etwa
einer 3.3 millimolaren Konzentration an entsprechendem Monomer entsprach. Die
carboxyterminale Methylesterschutzgruppe der linearen Oligomere wurde jeweils zunächst
verseift, bevor die Oligomere den Cyclisierungsbedingungen gemäß Schema 2.7. unterworfen
wurden.
2.3.2.1. Cyclisierung von Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a
Die Cyclisierung des linearen Triamids der Aminodesoxycholsäure lieferte neben dem
erwarteten 3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 34b überraschenderweise auch das
Cyclodimerisierungsprodukt, 3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclohexaamid 34d, welches aufgrund seiner hohen Molmasse massenspektrometrisch nur durch MALDI nachgewiesen
werden konnte. Beide wurden in sehr zufriedenstellenden Ausbeuten (Cyclotrimer: 41.4 %,
Cyclohexamer:
9.4 %;
jeweils
bezogen
auf
die
theoretische
Gesamtausbeute)
säulenchromatographisch aus dem Reaktionsgemisch isoliert. Weitere Oligocyclen konnten in
dieser Reaktion nicht gefunden werden.
2. Synthetischer Teil
36
O
N
OH
H
O
HO
N
H
O
N
H
OH
34d
HO
H
N
O
H
OH
H
N
O
OH
N
O
2.3.2.2. Cyclisierung von Boc-DCS-DCS-DCS-DCS-OMe 17a
Das lineare Tetraamid der Aminodesoxycholsäure zeigte im Gegensatz zum Triamid keine
Cyclodimerisierung. Im Reaktionsgemisch wurde neben diversen Nebenprodukten, die nicht
näher identifiziert werden konnten, lediglich das 3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotetraamid
34c gefunden. Die säulenchromatographische Auftrennung des Reaktionsgemisches lieferte
das Cyclotetramer in recht guter Ausbeute von 31.6 %.
2. Synthetischer Teil
37
O
OH
N
H
O
N
H
HO
34c
OH
H
N
O
H
N
OH
O
2.3.2.3. Cyclisierung von Boc-CHS-CHS-CHS-OMe 19a
Erstaunlicherweise entstand hier das Cyclotrimer 35b lediglich in sehr geringer Menge. Es
war Bestandteil des Präzipitats von ca. 16 mg, welches sich während der Reaktion gebildet
hatte, konnte aus diesem jedoch aufgrund der schlechten Löslichkeit des Präzipiztats nicht
isoliert werden. Hauptprodukt dieses Cyclisierungsversuches war das Cyclodimerisierungsprodukt, 3α-Aminocholsäure-Cyclohexaamid 35d (vgl. das DCS-Analogon 34d), welches aus
dem in wenig Chloroform gelösten Reaktionsgemisch in kleinen Würfeln auskristallisierte
und so rein isoliert werden konnte (Ausbeute: 32.6 %). Eine röntgenstrukturanalytische
Untersuchung gelang jedoch nicht, da diese Kristalle keinerlei Beugungsreflexe zeigten.
2.3.2.4. Cyclisierung von Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe 20a
Bei dieser Cyclisierung trat im Cyclisierungsschritt, ähnlich wie bei der unsystematischen
Oligocyclisierung des Aminocholsäure-Monomers, bereits während der Reaktion eine größere
Menge Präzipitat auf, die als fast reines 3α-Aminocholsäure-Cyclotetraamid 35c (Ausbeute:
50.7 %) identifiziert werden konnte. Aufgrund der sehr schlechten Löslichkeit der
Verbindung (sie löste sich lediglich in DMSO) gelang eine weitere Reinigung jedoch bislang
nicht.
2. Synthetischer Teil
38
O
OH
N
OH
O
H
N
H
HO
HO
35c
OH
OH
H
N
H
N
O
OH
OH
O
2.3.2.5. Cyclisierung von Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe 26a
Bei der Cyclisierung dieses Typ-2-Oligomers konnte lediglich das erwartete Cyclohexapeptid
3α-Valinylaminolithocholsäure-cyclotriamid 36 gefunden werden. Es wurde säulenchromatographisch in guter Ausbeute (48.3 %) aus dem Reaktionsgemisch isoliert. Die Verbindung
kristallisierte zwar als sehr feiner Kristallstaub aus Methylenchlorid/Methanol, eine
Bestimmung der Kristallstruktur mittels Röntgenstrukturanalyse gelang jedoch aufgrund der
viel zu geringen Größe der Kristalle nicht.
2. Synthetischer Teil
39
H
N
O
O
H
O
N
N
H
N
O
36
H
O
H
N
N
H
O
2.3.2.6. Cyclisierung von Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 28a
Die
Cyclisierung
dieses
Lys[Z]-LCS-Trimers
gelang
nur
sehr
schlecht.
Die
dünnschichtchromatographische Analyse des Reaktionsgemisches zeigte eine Reihe von
Nebenprodukten, die nach der Intensität der Spots beurteilt in größeren Mengen bei der
Reaktion angefallen waren. Neben dem einfachen Cyclisierungsprodukt konnten darunter
jedoch massenspektrometrisch keine höheren Cyclooligomerisierungsaddukte gefunden
werden. Eine säulenchromatographische Trennung des Gemisches lieferte das reine
Cyclohexapeptid
3α-[ε-Benzyloxycarbonylamino-lysinyl]-aminolithocholsäure-cyclotriamid
37 in 18.6 %iger Ausbeute.
2. Synthetischer Teil
40
O
H
N
N
O
O
O
H
O
O
N
H
H
O
N
N
H
N
O
37
H
O
H
N
N
H
O
H
N
O
O
2.3.2.7. Cyclisierung von Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe 30a
Diese Cyclisierung lieferte, wie auch schon die Cyclisierung des reinen Aminodesoxycholsäure-Trimers 16a, neben dem einfachen Cyclisierungsprodukt, 3α-Valinylaminodesoxycholsäure-cyclotriamid 38a, auch wieder das Produkt der Cyclodimerisierung,
3α-Valinylaminodesoxycholsäure-cyclohexaamid 38b, wobei bei letzterem die genaue
Struktur bislang nicht völlig sicher geklärt ist (vgl. hierzu die Diskussion im Konformativen
Teil). Die Ausbeuten an diesen beiden Produkten waren sehr gut: das Cyclohexapeptid 38a
konnte säulenchromatographisch in 32.8 %iger Ausbeute isoliert werden, das Cyclododecapeptid 38b wurde in einer Ausbeute von 21.8 % erhalten.
2. Synthetischer Teil
41
O
H
N
N
H
O
HO
OH
H
O
N
N
H
O
O
N
N
H
O
H
HO
38b
OH
H
O
H
N
N
O
O
H
N
N
O
H
OH
O
OH
H
N
N
H
O
2.3.2.8. Cyclisierung von Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe 32a
Diese Cyclisierung lieferte ein Produkt, das bislang nicht eindeutig identifiziert werden
konnte. Ähnlich wie bei einigen der schon beschriebenen Cyclisierungsversuche trat auch hier
bereits während der Cyclisierungsreaktion eine recht große Menge Niederschlag auf, welcher
sich lediglich in DMSO löste. Das Kernresonanzspektrum deutet darauf hin, dass es sich
dabei um das Cyclisierungsaddukt, 3α-Valinylaminocholsäure-cyclotriamid 39, handeln
könnte, jedoch konnte diese Vermutung massenspektrometrisch (FAB, MALDI) nicht
abgesichert werden: der vermutliche Massenpeak der Verbindung bei m/z = 1506.1 (FAB)
entspricht nicht der Molmasse des Cyclus (Mr=1466.13), sondern liegt um ca. 40 Einheiten zu
hoch, und im Bereich der Molmasse konnte weder im FAB noch in der MALDI ein Peak
2. Synthetischer Teil
42
gefunden werden. In beiden fand sich jedoch oberhalb des genannten Massenpeaks jeweils
noch der M++Na-Peak, was die Vermutung untermauert, dass es sich bei dem Signal bei
1506.1 tatsächlich um den Massenpeak der unbekannten Verbindung handelt. Bei der
Differenz von ca. 40 Einheiten zur Molmasse des erwarteten Cyclus 39 liegt zunächst der
Schluß nahe, dass es sich möglicherweise um das erwartete Val-CHS-Cyclotrimer handelt,
welches ein Calciumion (Mr=40.08) oder ein Kaliumion (Mr=39.10) komplexiert hat, doch da
bei der Cyclisierungseaktion weder mit Calcium- noch mit Kaliumhaltigen Verbindungen
gearbeitet wurde, ist dies als eher unwahrscheinlich anzusehen. Zumal in einem solchen Fall
auch ein Massenpeak der reinen, unkomplexierten Verbindung auftauchen sollte, welcher
jedoch weder im FAB-Spektrum noch im MALDI-Spektrum gefunden wurde. Eine zur
sicheren Identifikation notwendige weitere Reinigung und Untersuchung der Verbindung
gestaltet sich aufgrund ihrer schlechten Löslichkeit äußerst schwierig und konnte bislang
leider nicht erfolgreich durchgeführt werden.
H
N
O
O
OH
O
N
H
OH
N
H
HO
N
39
O
HO
H
OH
OH
O
H
N
N
O
H
2. Synthetischer Teil
43
2.3.3. Übersicht über die synthetisierten Cyclooligoamide
dargestelltes
Cyclooligoamid
Ausbeute
aus Monomer
aus lin. Oligomer
cyclische Oligoamide vom Typ 1
Cyclo-(LCS)2 33a
m.n.a) / n.i.b)
-
Cyclo-(LCS)3 33b
m.n. / n.i.
-
Cyclo-(LCS)4 33c
m.n. / n.i.
-
Cyclo-(DCS)2 34a
32.1 %
-
Cyclo-(DCS)3 34b
9.1 %
41.4 %
Cyclo-(DCS)4 34c
m.n. / n.i.
31.6 %
Cyclo-(DCS)6 34d
-
9.4 %c)
Cyclo-(CHS)2 35a
48.5 %
-
Cyclo-(CHS)3 35b
m.n. / n.i.
m.n. / n.i.
Cyclo-(CHS)4 35c
m.n. / n.i.
50.7 %
Cyclo-(CHS)6 35d
-
32.6 %c)
cyclische Oligoamide vom Typ 2
Cyclo-(Val-LCS)3 36
-
48.3 %
Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3 37
-
18.6 %
Cyclo-(Val-DCS)3 38a
-
32.8 %
Cyclo-(Val-DCS)6 38b
-
21.8 %c)
Cyclo-(Val-CHS)3 39 (???)
-
54.0 %d)
a) m.n. = massenspektrometrisch nachgewiesen;
b) n.i. = nicht isolierbar bzw. nicht isoliert;
c) als Cyclodimerisierungsprodukt aus Cyclisierung des linearen Trimers;
d) unter der Annahme, dass es sich bei dem iolierten Produkt tatsächlich um diese Verbindung handelt.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
44
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
3.1. Allgemeine Methoden
3.1.1. Experimentelle Methoden zur Strukturaufklärung
Als sicherste Methode zur experimentellen Strukturaufklärung wird oft die Röntgenstrukturanalyse angesehen. Sie liefert als direkte Methode neben den genauen Strukturdaten
(Bindungslängen, Bindungswinkel, Torsionswinkel etc.) auch noch Informationen über die
Wechselwirkung mit benachbarten Molekülen, insbesondere von Lösungsmittelmolekülen,
sofern diese im Kristallverband eingeschlossen sind. Der grundsätzliche Nachteil dieser
Methode ist jedoch, dass sie prinzipiell nur Informationen über die Konformation der
untersuchten Verbindung im festen Zustand liefert, welche von den konformativen
Gegebenheiten in Lösung deutlich abweichen kann (die im gelösten Molekül vorhandenen
intramolekularen Bewegungen werden im Kristallgitter teilweise eingefroren), und dass sie
nur für Verbindungen anwendbar ist, die kristallisierbar sind und Einkristalle von
hinreichender Größe und Qualität liefern. Darüberhinaus liefert die Röntgenstrukturanalyse
aufgrund der langen Meßzeiten pro Winkeleinstellung nur gemittelte Atompositionen, wenn
im Kristall schnelle dynamische Prozesse stattfinden.
Als wichtigste experimentelle Methode zur Konformationsanalyse in Lösung dient in der
heutigen Zeit die Kernresonanzspektroskopie29. Neben den eindimensionalen NMR-Experimenten (1H, 13C, 15N, 31P) liefern insbesondere auch 2D-Experimente wichtige Informationen
zur Strukturaufklärung. Unter den homonuklearen 2D-Experimenten sind hier besonders H,HCOSY30, TOCSY31, sowie NOESY32 und ROESY33 zu nennen, weitere strukturelle
Informationen können C,H-korrelierten Spektren wie C,H-COSY30, HMQC34 und HMBC35
entnommen werden. Auch N,H-korrelierte Experimente sind möglich, wurden für die
vorliegende Arbeit jedoch nicht zur Konformationsanalyse herangezogen. Die NMRSpektroskopie ist vor allem deshalb besonders interessant, da sich mit ihrer Hilfe nicht nur
Aussagen über Abstände, Winkel oder die Nachbarschaft von Kernen ableiten lassen, sondern
sie auch den Nachweis von Wasserstoffbrücken, dynamischen Konformationsgleichgewichten
und Komplexierungen ermöglicht. Durch Kombination verschiedener NMR-Experimente läßt
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
45
sich beispielsweise zuverlässig die Sequenz von Peptiden sowie die Anwesenheit und Lage
sekundärer Strukturmerkmale innerhalb der Peptidkette bestimmen.
Neben der NMR-Spektroskopie und der Röntgenstrukturanalyse können noch weitere
experimentelle Methoden zur Ermittlung struktur- bzw. vor allem konformationsrelevanter
Daten herangezogen werden, die jedoch im Rahmen der vorliegenden Arbeit nicht genutzt
wurden. Erwähnenswert sind hier besonders IR- und CD-Spektren. Die IR-Daten von
NH-Streckschwingungen beispielsweise geben Informationen über die Beteiligung von
Amidprotonen an einer Wasserstoffbrückenbindung36, CD-Spektren können Hinweise auf das
Vorhandensein helicaler Strukturen liefern37.
3.1.2. Theoretische Konformationsanalyse
Theoretische Berechnungen von Molekülgeometrien und –eigenschaften können in drei große
Kategorien eingeteilt werden, welche sich im wesentlichen durch den verwendeten Ansatz
und somit den Anteil empirisch bezogener Daten unterscheiden. Man unterscheidet zwischen
Ab-initio-Methoden, semiempirischen Methoden und empirischen Methoden. Bei geeigneter
Auswahl der Methode sind solche Berechnungen ein wichtiges Hilfsmittel, um die
experimentellen
Befunde
synthetisierter
Verbindungen,
beispielsweise
aus
der
NMR-Spektroskopie, zu ergänzen und zu untermauern, bzw. um im Vorfeld geplanter
Oligomer-Synthesen Informationen über mögliche Konformationen, insbesondere über
sekundäre Strukturmerkmale oder die Präorganisation eventueller Hohlräume von
Wirtverbindungen, der Kandidaten zu erhalten und somit die Auswahl der zu
synthetisierenden Moleküle zu erleichtern. Auch Komplexierungsvorgänge können durch
theoretische Berechnungen simuliert werden und die Energie der gebildeten Komplexe kann
abgeschätzt werden. Die folgenden Ausführungen geben einen kurzen Überblick über die
einzelnen Methoden und ihre Anwendbarkeit auf die in der vorliegenden Arbeit
synthetisierten Systeme.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
46
3.1.2.1. Ab-initio-Methoden38
Quantenmechanische Ab-initio-Rechnungen kommen ohne empirische Parameter aus und
sind bei ausreichendem Basissatz und dunter Berücksichtigung der Elektronenkorrelation die
genauesten theoretischen Methoden zur Struktur- und Konformationsbestimmung. Nachteil
dieser sehr exakten Rechenmethoden: sie erfordern einen ausgesprochen hohen Rechen- und
damit auch Zeitaufwand (die Rechenzeit steigt mit der 5. Potenz der Orbitalzahl!). Daher sind
sie nur für sehr kleine Moleküle sinnvoll einsetzbar. Für die großen Systeme in der
vorliegenden Arbeit sind Ab-initio-Rechnungen, auch in der Variante der DFT-Methoden,
nicht geeignet.
3.1.2.2. Semiempirische Methoden
Die verbreitetsten Programme für semiempirische Molekülberechnungen sind MNDO39
(Modified Neglect of Diatomic Differential Overlap), AM140 (Austin Model 1) und PM341
(Parametrisation Model 3). AM1 ist grundsätzlich für Berechnungen peptidischer und
peptidähnlicher Systeme eine geeignete Methode, MNDO dagegen liefert keine sinnvolle
Beschreibung von Wasserstoffbrücken und ist daher prinzipiell für die Konformationsanalyse
der in dieser Arbeit zu untersuchenden Systeme völlig unbrauchbar. Auch semiempirische
Methoden erfordern jedoch zur Beschreibung der hier synthetisierten Verbindungen viel zu
lange Rechenzeiten, weshalb eine Anwendung hier nicht in Frage kam. Sie finden
hauptsächlich Verwendung für Moleküle mit bis zu 100 Atomen.
3.1.2.3. Empirische Methoden
Zu den empirischen Methoden zählen in erster Linie Kraftfeldrechnungen. Diese Methoden
behandeln Moleküle als starre Kugel-Feder-Modelle. Der besondere Vorteil ist, dass ihre
Rechenzeit nur mit der 2. Potenz der Atomzahl ansteigt und somit auch große Moleküle wie
die hier synthetisierten Steroid-Oligoamide und -Macrolactame mit vertretbarem Rechenzeitaufwand analysiert werden können. Die Ergebnisse solcher Berechnungen hängen jedoch
stark von der Wahl der empirischen Parameter ab, weshalb im Hinblick auf die Authentizität
und damit die Qualität der Berechnungen der Wahl des zugrundeliegenden Parametersatzes
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
47
eine entscheidende Bedeutung zukommt. Einige Kraftfeld-Parametersätze wurden speziell für
die Berechnung von Peptiden optimiert. Hierzu gehören beispielsweise MM242, MM343,
CHARMM44 und AMBER45. Sie alle berechnen die sterische Energie, welche sich jeweils
summarisch aus mehreren Energiebeiträgen (z.B. Beiträge aus Bindungs- oder Winkeldeformationen, aus van-der-Waals-Wechselwirkungen oder elektrostatischen Wechselwirkungen)
zusammensetzt46. Wichtig für die möglichst korrekte Analyse der in dieser Arbeit zu
untersuchenden Verbindungen ist, dass das verwendete Kraftfeld sowohl den peptidischen als
auch den steroidalen Teil der Moleküle richtig beschreibt. Diese Voraussetzung wird am
besten durch den Parametersatz des AMBER-Kraftfeldes (AMBER = Assisted Model
Building and Energy Refinement) erfüllt, aber auch MM3-Rechnungen sind prinzipiell für
solche Verbindungen geeignet. Da die empirischen Parameter des AMBER-Kraftfeldprogramms auf Lösungs-Daten beruhen, während MM3 Gasphasenparameter verwendet, wurde
für die synthetisierten Systeme bevorzugt AMBER zur Berechnung genutzt.
3.1.2.4. Molekül-Dynamik-Rechnungen
Auch Molekül-Dynamik-Rechnungen (MD) können mit Hilfe eines empirischen Kraftfeldes
durchgeführt werden. Die Technik beruht auf der Berechnung der Kraftkonstanten für innere
molekulare Bewegungskoordinaten durch das Kraftfeld. Durch Lösen der klassischen
Newtonschen Bewegungsgleichung kann dann die Lage jedes Atoms in einem Molekül als
Funktion der Zeit beschrieben werden, wodurch die Simulation von inneren Bewegungen des
Moleküls, auch bei verschiedenen Temperaturen, möglich wird. Mit MD-Rechnungen können
Informationen über verschiedene Regionen einer komplexen Potentialhyperfläche erhalten
werden.
3.2. Untersuchung der synthetisierten Verbindungen
3.2.1. Lineare Oligomere
Um bei Oligomeren aus linear verketteten Bausteinen eine profunde experimentelle
Konformationsanalyse mittels NMR durchführen zu können ist zunächst die Ermittlung der
Sequenz notwendig, damit z.B. Aussagen darüber getroffen werden können, welche Protonen
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
48
von in der Sequenz nicht benachbarten Bausteinen in räumlicher Nachbarschaft zueinander
stehen (und somit in Sättigungsexperimenten einen NOE zeigen). Es muß also die Frage
beantwortet werden, welche NMR-Signale zum ersten, zweiten, ..., n-ten Baustein gehören.
Bei klassischen Peptiden, welche aus amidisch verknüpften natürlichen Aminosäuren
bestehen, ist eine solche Sequenzanalyse und -zuordnung in der Regel relativ leicht möglich.
Hierzu kann eine Kombination von Ergebnissen aus TOCSY- und ROESY-Experimenten
genutzt werden: Das TOCSY-Spektrum gibt Informationen darüber, welche Signale zu
jeweils einer Aminosäure gehören und um welche Aminosäure es sich handelt (jede
Aminosäure zeigt im TOCSY ein charakteristisches Signalpattern); über den NOE zwischen
αH eines Aminosäure-Bausteins und Amid-NH des nächsten Bausteins (Signale aus dem
ROESY-Spektrum)
können
benachbarte
Aminosäuren
ermittelt
werden.
Da
der
aminoterminale Baustein in der Regel leicht identifizierbar ist, kann so die Sequenz unter
bestimmten Voraussetzungen (z.B. hinreichend gut unterscheidbare Signale der einzelnen
Bausteine in den 2D-Spektren) lückenlos bestimmt und zugeordnet werden.
Im Falle der hier synthetisierten Aminocholansäure-Oligomere vom Typ 1 (direkte amidische
Steroid-Steroid-Verknüpfung, vgl. Kap. 2.2.1.) ist die vollständige Zuordnung der Signale zu
den einzelnen Bausteinen und somit eine exakte Sequenzaufklärung mittels 1H-NMR aus zwei
Gründen nicht möglich:
•
Strukturell bedingt sind, auch bei hohen Meßfrequenzen, (von wenigen Ausnahmen wie
Methylprotonen, C3-H und C23-H2 abgesehen) die chemischen Verschiebungen der
CH-Protonen des Steroid-Gerüstes sehr ähnlich und daher bereits bei einem einzelnen
Baustein stark überlagert (im Bereich von ca. 0.8-2.0 ppm), was schon eine exakte
Zuordnung dieser Signale innerhalb eines Bausteins praktisch unmöglich macht. Bei
Oligomeren überlagern sich zusätzlich die Signale der verschiedenen Bausteine in diesem
Bereich, wodurch die Spektren insgesamt sehr unübersichtlich werden. NOEs zwischen
Protonen unterschiedlicher Steroid-Bausteine, welche Aufschlüsse über die vorliegende
Konformation geben, können deshalb nicht identifiziert werden.
•
Meßtechnisch bedingt nimmt im TOCSY-Spektrum die Signalintensität der Crosspeaks
mit der Zahl der im Kopplungspfad involvierten Protonen ab. Obwohl zwischen C3 (an
dem die Aminofunktion bzw. der Amid-Stickstoff lokalisiert ist) und C23 (an dem die
Carboxygruppe hängt) eine lückenlose Kopplungskette über die Protonen des Steroid-
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
49
Gerüstes besteht, kann daher im TOCSY-Spektrum keine direkte Korrelation zwischen
den Protonen an C3 und C23 eines Bausteins beobachtet werden. Durch die
Unübersichtlichkeit der 1D- und 2D-Spektren im oben beschriebenen Bereich ist auch ein
schrittweises Vorgehen oder die Nutzung anderer NMR-Experimente hier nicht
erfolgreich möglich, weshalb die Sequenzaufklärung mittels NMR praktisch unmöglich
ist.
Entsprechendes gilt für lineare Oligomere vom Typ 2 (alternierende amidische AminosäureSteroid-Verknüpfung, vgl. Kap. 2.2.2.), wobei hier durch das Vorhandensein der natürlichen
Aminosäuren in Einzelfällen zumindest teilweise eine Sequenzzuordnung gelang (siehe
jeweilige NMR-Daten im experimentellen Teil und in Abschnitt 3.2.1.2.).
Aufgrund der genannten Schwierigkeiten konnten bei den synthetisierten linearen
Oligoamiden mittels NMR nur einige wenige konformative Aspekte analysiert werden. Da die
linearen Oligoamide (mit Ausnahme des Typ-2-Monomers Boc-Val-LCS-OMe 21) auch
keine analysierbaren Kristalle lieferten, konnten weitere Informationen zur Konformation nur
aus Kraftfeld-Rechnungen abgeleitet werden. In den folgenden beiden Abschnitten sind einige
Konformationsdaten
zu
den
linearen
Oligomeren
anhand
ausgewählter
Beispiele
exemplarisch aufgeführt. Die hier nicht näher aufgeführten Verbindungen zeigten ähnliche
Ergebnisse.
3.2.1.1. Lineare Oligomere vom Typ 1
Überraschenderweise zeigte die NMR-Analyse der linearen Oligomere von 3α-Aminolithocholsäure 5a, 3α-Aminodesoxycholsäure 5b und 3α-Aminocholsäure 5c, dass die NMRSpektren des Dimers, des Trimers und des Tetramers sich jeweils stark ähneln, und zwar nicht
nur im Bereich von 0.6 - 2.0 ppm, sondern auch bei den charakteristischen Protonen mit
Verschiebungen > 2.0 ppm. Besonders die Amid-NH-Protonen und die zugehörigen CHβ-3
Protonen sowie bei den Oligomeren von Aminodesoxycholsäure und Aminocholsäure auch
die Protonen C12-H bzw. C7-H und C12-H zeigten im Trimer und im Tetramer jeweils
identische Verschiebungen. Für die zwei bzw. drei Amid-NHs im Trimer bzw. im Tetramer
konnte im Spektrum jeweils nur ein scharfes Dublett beobachtet werden. Diese Verhältnisse
werden durch die Abbildungen 3.1., 3.2. und 3.3. verdeutlicht.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
50
Abbildung 3.1. 400MHz-1H-NMR-Spektren von Boc-(LCS)2-OMe 13a und Boc-(LCS)4-OMe
14a (jeweils in CDCl3). Der direkte Vergleich zeigt die Ähnlichkeit der beiden Spektren.
Soweit möglich, ist die Signalzuordnung angegeben. Die Bausteine in 14a wurden wie folgt
differenziert: Boc-LCS-LCS‘-LCS“-LCS“‘-OMe.
Abbildung 3.2. Boc-NH- und Amid-NHSignale der Oligomere 15a, 16b und 17a von
Aminodesoxycholsäure im Vergleich (400MHz1
H-NMR, DMSO-d6). Auffällig bei den Amid-
NH-Signalen ist die Ähnlichkeit der jeweils aus
der Signalaufspaltung abgeleiteten Kopplungskonstanten JNH-CH. Aufgrund der Flexibilität
der Ketten (siehe weiter unten) kann daraus
jedoch keine strukturelle Information abgeleitet werden, vielmehr sind diese Kopplungskonstanten als zeitliche Mittelwerte über
verschiedene
Konformationen
sowie
beim
Trimer 16b und beim Tetramer 17a auch als
Mittelwerte über alle vorhandenen Amid-NHs
aufzufassen.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
51
Abbildung 3.3.a) 400MHz-1H-NMR-Spektrum des teilweise TFA-veresterten Aminodesoxycholsäure-Trimers Boc-(DCS)3-OMe 16a sowie der OH-Protonen des Tetramers 17a (jeweils
in DMSO-d6). Die durch die teilweise Veresterung bedingte Intensitätsverminderung von zwei
OH-Peaks ermöglichte die Zuordnung der OH-Signale zu den einzelnen Bausteinen. Die
weiteren Informationen zur sicheren Zuordnung lieferte der Vergleich mit dem Spektrum des
Tetramers 17a (die Verschiebung dieser drei OH-Signale ist nahezu identisch mit der der
jeweiligen Signale von 16a). Unterscheidung der Bausteine: Boc-DCS-DCS‘-DCS“-OMe
bzw. Boc-DCS-DCS‘-DCS“-DCS“‘-OMe
Die jeweils abgebildeten Spektren lassen kaum Rückschlüsse auf die Sequenzzuordnung und
damit auch nicht auf die konformativen Verhältnisse zu. Lediglich die OH-Protonen der
Aminodesoxycholsäure-Oligomere konnten direkt bzw. durch den Vergleich von Spektren
sicher den einzelnen Bausteinen zugeordnet werden. Hierbei war auch das NMR-Spektrum
des teilweise TFA-veresterten Aminodesoxycholsäure-Trimers 16a (Abb. 3.3.a) hilfreich, da
hier zwei OH-Signale, und zwar die des mittleren und des carboxyterminalen Bausteins,
durch die teilweise Veresterung des Trimers intensitätsreduziert waren.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
52
Abbildung 3.3.b) 400MHz-TOCSY-Spektrum von Boc-(DCS)3-OH 16b (in DMSO-d6).
Anhand des Aminodesoxycholsäure-Tetramers 17a wurde exemplarisch die energetisch
günstigste Konformation durch eine Kraftfeldrechnung ermittelt. Das globale Minimum der
Rechnung ist in Abbildung 3.4.a) gezeigt. Die Ausbildung einer typischen Sekundärstruktur,
etwa einer Helix, konnte dabei nicht beobachtet werden, was bei Betrachtung der übrigen
lokalen Minima im Bereich bis 30 kJ/mol über dem globalen Minimum plausibel wird. Die
Überlagerung der 35 energetisch günstigsten Konformationen innerhalb dieses Bereichs
liefert nur noch ein undifferenziertes Knäuel und verdeutlicht die relativ hohe Flexibilität
dieses Oligomers (Abb. 3.4.b). Durch diese Flexibilität wird die chemische Umgebung
beispielsweise der drei Amid-NH-Protonen im zeitlichen Mittel so ähnlich, dass daraus ein
einziges scharfes Dublett im NMR resultiert.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
53
Abbildung 3.4.a) Gefundenes Globales Minimum (240.09 kJ/mol) des Tetramers
Boc-(DCS)4-OMe 17a einer Monte-Carlo-Suche im AMBER-Kraftfeld mit 7500 analysierten
Konformationen. Systematische sekundäre Strukturmerkmale zeigt die Verbindung nicht.
Wasserstoffbrückenbindungen sind erkennbar zwischen NH DCS - CO DCS“‘ / OH DCS‘ CO DCS‘ / OH DCS“ - OH DCS“‘ (beteiligte Atome jeweils fett hervorgehoben). Die
Bausteine wurden wie folgt unterschieden: Boc-DCS-DCS‘-DCS“-DCS“‘-OMe
Abbildung 3.4.b)
Überlagerung der 35 energiegünstigsten gefundenen Minima
(im Intervall bis 30 kJ/mol über
dem globalen Minimum) von 17a
aus
der
Monte-Carlo-Suche.
Dieser Vergleich zeigt die Unterschiedlichkeit der verschiedenen
Konformationen und damit die
hohe Flexibilität der Kette.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
54
Abbildung 3.5. 400MHz-TOCSY-Spektrum von Boc-(CHS)4-OMe 20a (in DMSO-d6).
3.2.1.2. Lineare Oligomere vom Typ 2
Wahrscheinlich bedingt durch die in diesen Oligomeren vorhandenen natürlichen
Aminosäuren zeigen die
1
H-NMR-Spektren der jeweiligen Verbindungen eine höhere
Signaldifferenzierung als die der Typ-1-Oligomere, insbesondere im NH-Bereich. Dadurch
konnten die charakteristischen Signale (im Bereich > 2.5 ppm) bis zum Dimer, welches
insgesamt ein Tetraamid darstellt, jeweils sicher zugeordnet werden. Bei den Trimeren
konnten zumindest die charakteristischen Signale des aminoterminalen Bausteins sicher
zugeordnet werden. Die Signale des Aminosäureanteils und des Steroidanteils der beiden
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
55
anderen Bausteine konnten hier zwar jeweils zusammen je einem Baustein zugeordnet
werden, jedoch gelang es aufgrund der in 3.2.1. genannten Schwierigkeiten nicht, zuzuordnen,
welche Signale zum mittleren und weoche zum carboxyterminalen Baustein gehören.
Auch bei den linearen Typ-2-Oligomeren war eine experimentelle Konformationsanalyse
mittels NMR deshalb nur sehr eingeschränkt möglich. Lediglich beim Typ-2-Monomer, dem
Diamid Boc-Val-LCS-OMe 21a, gelang eine vollständige Konformationsaufklärung, da sie
sich als gut kristallisierbar herausstellte und die Kristalle erfolgreich röntgenstrukturanalytisch
untersucht werden konnten. Die ermittelte Konformation im Kristall ist in Abbildung 3.6.
wiedergegeben. Die Kristallstruktur liefert auch gleichzeitig den Konfigurationsbeweis an C3
des Steroidgerüstes: die Aminogruppe ist tatsächlich α-ständig.
Abbildung 3.6. Kristallstruktur von Boc-Val-LCS-OMe 21a. Die Verbindung kristallisiert in
einem monoklinen Gitter in der Raumgruppe P2(1). Der Kristall enthält kein Lösungsmittel.
Detaillierte Informationen zur Kristallstruktur sind in Anhang B aufgeführt.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
56
Tabelle 3.1. gibt einen Überblick über Winkelbeziehungen charakteristischer Atomgruppen,
wie sie in der Kristallstruktur vorgefunden wurden. Im einzelnen sind dies die Torsionswinkel
NHLCS-CHβ3LCS und NHVal-CHαVal sowie die zur Charakterisierung von Peptidsträngen
üblicherweise angegebenen Torsionswinkel Ψ (hier: NVal-Cα
αVal-C(O)Val-NLCS) und Φ (hier:
αVal-NVal-C(O)Boc). Ein Vergleich der beiden NH-CH-Torsionswinkel mit NMRC(O)Val-Cα
Daten (und damit mit den konformativen Verhältnissen in Lösung) gelang leider nicht, da die
jeweiligen NH-Signale im NMR-Spektrum breit waren und keine saubere Dublettaufspaltung
zeigten. Dies ist ein Indiz für ein dynamisches Gleichgewicht verschiedener Konformationen
in der CDCl3-Lösung. Genausogut könnte die NH-Signalverbreiterung aber auch durch einen
schnellen Wasserstoffaustausch bedingt sein.
Torsionswinkel bzw. Atomgruppe
Winkelmaß
NHLCS-CHβ3LCS
-168.2°
NHVal-CHαVal
-173.3°
Ψ
NVal-Cα
αVal-C(O)Val-NLCS
23.3°
Φ
-132.1°
C(O)Val-Cα
αVal-NVal-C(O)Boc
Tabelle 3.1. Charakteristische Winkelbeziehungen in der
Kristallstruktur von Boc-Val-LCS-OMe 21a. Rechtsgängige
Winkel sind jeweils positiv dargestellt, bei Ψ und Φ entspricht
die ekliptische Anordnung der jeweils endständigen Atome einer
Gruppe einem Winkel von 0°.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
57
Nachstehend sind exemplarisch einige NMR-Spektren von Typ-2-Oligomeren aufgeführt,
wobei der Schwerpunkt auf der Signalzuordnung liegt (Abbildungen 3.7. bis 3.10.).
Abbildung 3.7. 400MHz-1H-NMR von Boc-Val-CHS-OMe 24a (in CDCl3).
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
Abbildung 3.8. 400MHz-TOCSY-Spektrum von Boc-Lys[Z]-LCS-OMe 22a (in CDCl3).
58
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
Abbildung 3.9. 400MHz-TOCSY-Spektrum von Boc-(Val-DCS)2-OMe 29a (in CDCl3).
Die einzelnen Bausteine wurden wie folgt unterschieden: Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-OMe
59
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
Abbildung 3.10.a) 400MHz-TOCSY-Spektrum von Boc-(Val-LCS)3-OMe 26a (in CDCl3).
Die Bausteine wurden wie folgt unterschieden: Boc-Val-LCS-Val‘-LCS‘-Val“-LCS“-OMe.
60
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
61
Abbildung 3.10.b)
400 MHz ROESY-Spektrum
von
Boc-(Val-LCS)3-OMe
26a (in CDCl3). Die Ausschnittvergrößerung zeigt die
NOEs zwischen den Amidprotonen der einzelnen Aminolithocholsäure-Bausteine und
den αHs der jeweils zugehörigen Valin-Bausteine.
Zudem wurde das Hexaamid Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a exemplarisch einer theoretischen
Konformationsanalyse unterzogen, um eventuelle konformative Besonderheiten aufzufinden,
da dies mittels NMR nicht gelang. Das gefundene globale Minimum (90.32 kcal/mol) der
Kraftfeldrechnung ist in Abbildung 3.11. aufgeführt. Charakteristische Winkelbeziehungen
aus dieser Konformation sind in Tabelle 3.2. a) und b) wiedergegeben. Soweit möglich
erfolgte für die NH-CH-Torsionswinkel (Tabelle 3.2.b) jeweils ein Vergleich mit
experimentell ermittelten Daten. Dazu wurde aus den NH-Kopplungskonstanten des NMRSpektrums (vgl. Abbildung 3.12.) anhand der Karplus-Kurve ein mögliches Winkelintervall
ermittelt. Die relativ gute Entsprechung der NH-CH-Torsionswinkel mit den experimentellen
Daten (siehe Tabelle 3.2.b) gibt Anlaß zu der Vermutung, dass das globale Minimum der
Kraftfeldrechnung eine gute Näherung der tatsächlichen konformativen Verhältnisse in der
CDCl3-Lösung ist. Die unscharfe Signalaufspaltung einiger NH-Protonen im NMR deutet
jedoch auch hier auf ein durch die vergleichsweise hohe Flexibilität des Oligoamids bedingtes
Konformationsgleichgewicht in Lösung bzw. einen schnellen Wasserstoffaustausch hin.
Hinweise auf die Ausbildung einer systematischen repetitiven Sekundärstruktur oder von
besonderen lokalen sekundären Strukturelementen (z.B. loop-Geometrien) konnten nicht
gefunden werden.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
62
Abbildung 3.11. Globales Minimum (90.32 kcal/mol) von Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a einer
MonteCarlo-Suche im AMBER-Kraftfeld. Die Verbindung zeigt keine systematischen sekundären Strukturmerkmale. Wasserstoffbrücken sind erkennbar zwischen NHDCS-COVal“,
CODCS‘-OHDCS‘ und NHVal‘-OHDCS“. Die einzelnen Bausteine wurden wie folgt unterschieden:
Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-Val“-DCS“-OMe.
Baustein
Val
Val‘
Val“
Torsionswinkel und entspr. Atomgruppe
Winkelmaß
Φ
αVal-NVal-C(O)Boc
C(O)Val-Cα
- 150.9°
Ψ
αVal-C(O)Val-NDCS
NVal-Cα
137.1°
Φ‘
C(O)Val‘-Cα
αVal‘-NVal‘-C(O)DCS
- 160.1°
Ψ‘
NVal‘-Cα
αVal‘-C(O)Val‘-NDCS‘
115.7°
Φ“
C(O)Val“-Cα
αVal“-NVal“-C(O)DCS‘
-143.2°
Ψ“
131.4°
NVal“-Cα
αVal“-C(O)Val“-NDCS“
Tabelle 3.2.a) Torsionswinkel Φ und Ψ aus dem globalen Minimum der
Kraftfeldrechnung von Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a. Rechtsgängige Winkel sind
jeweils positiv dargestellt, die ekliptische Anordnung der jeweils endständigen
Atome einer Gruppe entspricht einem Winkel von 0°. Die Bausteine wurden wie
folgt unterschieden: Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-Val“-DCS“-OMe.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
63
Abbildung 3.12. NH-Signale und JNH-CH-Kopplungskonstanten von Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a
(400MHz-Spektrum, CDCl3). Unsichere Angaben aufgrund der unscharfen Signalaufspaltung
sind in Klammern angegeben. Die Bausteine wurden wie folgt unterschieden:
Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-Val“-DCS“-OMe.
aus Modelling
Baustein
aus NMR
ϕ(NH-CαH) bzw.
ϕ(NH-C3H)
JNH-CH
entspr. Winkelintervall
aus Karplus-Kurve
Val
148.5°
(8.03)
(128.3°-157.1°)
DCS
136.0°
7.53
126.9°-153.9°
Val‘
129.3°
8.53 a)
130.4°-160.9° a)
DCS‘
120.4°
(6.53) b)
(123.1°-148.6°) b)
Val“
152.8°
8.04 a)
128.7°-157.2° a)
DCS“
171.9°
(7.03) b)
(125.1°-151.2°) b)
Tabelle 3.2.b) NH-CH-Torsionswinkel aus dem globalen Minimum der Kraftfeldrechnung von
Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a und entsprechende mögliche Winkelintervalle aus NMR-Daten,
berechnet aus den Kopplungskonstanten JNH-CH mit Hilfe der Karplus-Kurve. Unsichere Werte
aufgrund von ungenauen experimentellen Daten sind in Klammern gesetzt. Rechtsgängige
Winkel aus dem globalen Minimum sind jeweils positiv dargestellt, bei den aus NMR-Daten
berechneten Winkelintervallen handelt es sich um Beträge, daher sind die Winkel stets positiv.
Es wurde nur jeweils das Winkelintervall angegeben, das mit dem Winkel des globalen
Minimums korrespondiert. Die Bausteine werden wie folgt unterschieden:
Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-Val“-DCS“-OMe.
a) und b): Zuordnung im NMR unsicher, möglicherweise sind DCS‘ und DCS“ bzw. Val‘ und
Val“ jeweils paarweise vertauscht.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
64
3.2.2. Cyclische Oligomere
Für die in dieser Arbeit synthetisierten Aminocholansäure-Macrocyclen (Davis schlägt für
solche Cholansäurehaltigen Macrolactame den allgemeinen Sammelbegriff „Cyclocholamide“
vor47) wurden aufgrund ihrer Symmetrie durchweg stark vereinfachte NMR-Spektren mit
einem einfachen Signalsatz beobachtet (eine Ausnahme). Neben der Konformationsanalyse
war
bei
den
cyclischen
Komplexierungsversuche
Aminocholansäure-Oligoamiden
von
Bedeutung.
Hierzu
auch
wurden
ihre
Eignung
exemplarisch
für
einige
Untersuchungen durchgeführt. Die Ergebnisse sind in den folgenden beiden Abschnitten
dargestellt.
3.2.2.1. Macrolactame aus Typ-1-Bausteinen
Die Cyclooligomere der 3α-Aminodesoxycholsäure 5b und der 3α-Aminocholsäure 5c bieten
aufgrund ihrer OH-Gruppen am Steroid-Gerüst, welche als (nichtkovalente) Bindungsstellen
für
kleine
organische
Gastmoleküle
dienen
können,
prinzipiell
gute
strukturelle
Voraussetzungen für den Einsatz als Wirtverbindungen für Komplexierungen. Weitere
wichtige Voraussetzungen für die Eignung als Komplexbildner sind eine gute Löslichkeit und
vor allem das Vorhandensein eines Hohlraumes, der hinreichend groß ist für die Aufnahme
von Gastmolekülen. Daher war zunächst eine Untersuchung der konformativen Verhältnisse
in geeignet erscheinenden Kandidaten interessant.
Das 3α-Aminodesoxycholsäure-cyclodiamid 34a war gut kristallisationsfähig und konnte
röntgenstrukturanalytisch untersucht werden. Die Kristallstruktur (Abbildung 3.13.a)
erbrachte den Beweis dafür, dass auch in der Aminodesoxycholsäure die Aminogruppe
α-ständig ist. Zudem lieferte die Kristallstruktur sehr genaue Aufschlüsse über die Größe des
im Inneren des Cyclodimers vorhandenen Hohlraumes. Die Projektion der van-der-WaalsOberfläche zeigt, dass der Hohlraum zu klein ist, um ein Gastmolekül aufzunehmen
(Abbildung 3.13.b).
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
65
Abbildung 3.13.a) Schwingungsellipsoid-Darstellung der Kristallstruktur von cyclo-(DCS)2
34a. Der NH-C3H-Torsionswinkel beträgt in der im Kristallverband fixierten Konformation
136.1°. Detaillierte Informationen zur Kristallstruktur sind in Anhang C aufgeführt.
Abbildung 3.13.b) Darstellung der van-der-Waals-Oberfläche der im Kristall fixierten
Konformation von 34a. Die Abbildung zeigt, dass die Verbindung keinen hinreichend großen
Hohlraum zur Aufnahme von Gastmolekülen bietet. Der Kern-Kern-Abstand zwischen den
Sauerstoffen der beiden OH-Gruppen beträgt zwar 4.93203 Å, unter Berücksichtigung der
van-der-Waals-Radien verbleiben für den Hohlraum jedoch lediglich ca. 1.5 Å.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
66
Allerdings ergab die Untersuchung der Kristallstruktur auch, dass pro Cyclodiamid jeweils
zwei Moleküle Methanol und zwei Moleküle Wasser in das Kristallgitter eingebaut sind.
Diese sind über einen Ring aus Wasserstoffbrücken seitlich an den Cyclus gebunden
(Abbildung 3.13.c), wobei die Verbindung zum jeweils nächsten Cyclus im Kristallverband
über eine Wasserstoffbrücke vom Wassermolekül zum Carbonylsauerstoff des benachbarten
Cyclodiamids hergestellt wird (Abbildung 3.13.d). Bei der Anordnung der Lösungsmittelmoleküle im Kristallgitter handelt es sich gewissermaßen um eine side-onKomplexierung.
Abbildung 3.13.c) Je zwei Wassermoleküle und zwei Methanol-Moleküle sind im Kristall
über ein Band von Wasserstoffbrückenbindungen mit einem Molekül des Cyclodiamids 34a
assoziiert. Die Abbildung zeigt zur besseren Veranschaulichung der Verhältnisse zwei
Perspektiven. Die Anordnung der im Kristallverband integrierten Lösungsmittelmoleküle
kann als side-on-Komplexierung interpretiert werden.
Abbildung 3.13.d) Relative Anordnung der Cyclodiamide 34a zueinander im Kristallgitter.
Die Abbildung zeigt, dass zwei benachbarte Cyclen jeweils indirekt über ein Wassermolekül
durch Wasserstoffbrückenbindungen miteinander verbunden sind.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
67
Das Cyclodiamid 34a wurde zum Vergleich mit der Kristallstruktur auch einer theoretischen
Konformationsanalyse mittels einer Kraftfeldrechnung unterzogen. Abbildung 3.14.a zeigt
das gefundene globale Minimum der Verbindung. Die abgebildete Konformation zeigt, dass
das Cyclodimer gegenüber der Konformation in der Kristallstruktur unsymmetrisch und zur
anderen Seite aufgeklappt ist. Die Amidprotonen der Peptidbindung sind in Richtung der
offenen Seite gedreht und weisen damit gegenüber der Kristallstruktur in die
gegenüberliegende Richtung. Ein lokales Minimum, das nur um 8.2 kJ/mol über dem globalen
Minimum liegt, zeigt eine der Kristallstruktur sehr ähnliche Konformation (Abbildung
3.14.b).
Abbildung 3.14.a) Gefundenes globales Minimum der Verbindung 34a aus einer MonteCarlo-Suche im Amber-Kraftfeld (172.7 kJ/mol). Das Minimum zeigt eine unsymmetrische
Konformation. NH-C3H-Torsionswinkel: - 150.9° und - 142.4°.
Abbildung 3.14.b) Lokales Minimum von 34a aus der Monte-Carlo-Suche (179.9 kcal/mol).
Diese annähernd C2-symmetrische Konformation wurde 91 mal gefunden und liegt nur um
8.2 kJ/mol über dem gefundenen globalen Minimum. Sie entspricht in etwa der Konformation
im Kristall. Es wurden nur 5 Konformationen mit niedrigerer Energie gefunden (incl.
globales Minimum). NH-C3H-Torsionswinkel: jeweils 142.8°.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
68
Die side-on-Komplexierung der Lösungsmittelmoleküle im Kristallverband machte prinzipiell
eine weitere Untersuchung des Komplexierungsverhaltens in Lösung interessant. Bedauerlicherweise erwies sich die durch Kristallisation gereinigte Verbindung als unlöslich in
Chloroform (im Gegensatz zur noch verunreinigten Verbindung) und in anderen
nichtkompetitiven NMR-Lösungsmitteln, so dass weitere Komplexierungsexperimente nicht
durchgeführt werden konnten. Selbst in DMSO war das Cyclodiamid 34a nach der
Kristallisation nur noch sehr schlecht löslich. Immerhin war die Löslichkeit ausreichend, um
ein NMR-Spektrum von der Verbindung zu erhalten (Abbildung 3.15.).
Abbildung 3.15. 400MHz-1H-NMR von cyclo-(DCS)2 34a (in DMSO-d6).
Für den Hohlraum im 3α-Aminocholsäure-cyclodiamid 35a sind im Grunde ähnliche
Verhältnisse zu erwarten wie in 34a, jedoch mit dem wesentlichen Unterschied, dass ein
schüsselartiges Aufklappen des Cyclus zu einer Seite, wie es in der Kristallstruktur von 34a
zu beobachten ist, hier aufgrund des sterischen Anspruches der zusätzlichen OH-Gruppen an
C7 der beiden Steroid-Gerüste nicht möglich sein sollte. Zudem war auch hier eine
Untersuchung des Komplexierungsverhaltens in Lösung durch die Unlöslichkeit der
Verbindung in Chloroform oder anderen nichtkompetitiven NMR-Lösungsmitteln erschwert.
Die Kristalle, die aus Ethanol/Tetrahydrofuran erhalten wurden, hatten leider keine
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
69
hinreichend gute Qualität, um röntgenstrukturanalytisch untersucht zu werden. Auch durch
wiederholtes Umkristallisieren und die Wahl anderer Lösungsmittelsysteme konnten hierfür
keine geeigneten Kristalle erhalten werden. Selbst nach intensiver Trocknung der Kristalle,
die aus EtOH/THF erhalten wurden, enthielten sie noch erhebliche Mengen Lösungsmittel,
vor allem Ethanol, wie das NMR-Spektrum (Abbildung 3.16.) zeigt Dies ist möglicherweise
darauf zurückzuführen, dass die Lösungsmittelmoleküle ähnlich wie in cyclo-(DCS)2 im
Kristallgitter integriert sind, dem Intensitätsverhältnis zufolge 1-2 Moleküle EtOH pro
Cyclus. Besonders auffällig in diesem NMR-Spektrum ist das im Vergleich zu anderen
Aminocholsäure- und Aminodesoxycholsäure-Verbindungen ungewöhnlich weit hochfeldverschobene Proton der C12-OH-Gruppe. Eine abschließende Erklärung für diesen HochfeldShift konnte bislang nicht gefunden werden.
Abbildung 3.16. 400MHz-1H-NMR von cyclo-(CHS)2 35a (in DMSO-d6). Der Bereich von 3.0
bis 4.4 ppm ist vergrößert dargestellt. Das Spektrum zeigt, dass die erhaltenen Kristalle noch
große Mengen Ethanol enthielten. Die Integration der Signale ergibt ein Verhältnis von etwa
1-2 Molekülen Ethanol pro Molekül 35a. Die C12-OH-Gruppe des Cyclodiamids ist auffällig
weit hochfeld-verschoben. Signalzuordnungen erfolgten zum Teil mit Hilfe des TOCSYSpektrums der Verbindung.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
70
Im Gegensatz zu den Cyclodiamiden 34a und 35a, die keine hinreichend großen Hohlräume
aufweisen, um darin Gastmoleküle aufzunehmen, zeigt eine Modellingstudie des
3a-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamids 34b, dass das Innere dieser Verbindung groß genug
ist, um ein Glucosemolekül aufzunehmen (Abbildung 3.17.).
Abbildung 3.17. Modellingstudie zur Ermittlung der Hohlraumgröße in Cyclo-(DCS)3 34b.
Das Bild zeigt, dass der Tricyclus in seinem Inneren ein Glucosemolekül aufnehmen kann.
Dies korrespondiert mit den Erkenntnissen von Davis, der über Kraftfeldrechnungen bei
einem geringfügig kleineren Cyclotriamid aus drei bis-nor-Aminocholsäurebausteinen
ebenfalls einen hinreichend großen Hohlraum für die Komplexierung von Kohlenhydraten
festgestellt hatte47. Aufgrund der guten Löslichkeit des Cyclotriamids 34b in Chloroform ist
es zudem gut geeignet für Komplexierungsexperimente. Die Glucose hingegen ist in
Chloroform nicht löslich, weshalb eine Komplexierung stattdessen mit dem in Chloroform
besser löslichen n-Dodecyl-β-Glucosid 40 versucht wurde.
Hierzu wurde ein 1:1 Gemisch von 34b und 40 (Konzentration jeweils 10 mM in CDCl3)
NMR-spektroskopisch untersucht und mit den Spektren der reinen Verbindungen verglichen.
Der Vergleich der 1H-NMR-Spektren zeigt, dass im Gemisch einige Signale der beiden
Verbindungen deutlich gegenüber der jeweis reinen Verbindung verschoben sind (Abbildung
3.18.), was deutlich auf die Ausbildung eines Wirt-Gast-Komplexes hindeutet. Besonders das
Signal des NH-Protons erfährt einen erheblichen Tieffeld-Shift um fast 0.4 ppm, außerdem
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
71
wird das Signal breit und unscharf, was insgesamt auf eine Beteiligung an einer
Wasserstoffbrückenbindung hinweisen könnte. Die Komplexbildungskonstante wurde auf ca.
200-9000 l·mol-1 geschätzt.
Abbildung 3.18. 600MHz-1H-NMR-Spektren von cyclo-(DCS)3 34b, n-Dodecyl-β-Glucosid 40
und dem 1:1-Gemisch beider Verbindungen (Konzentration jeweils 10 mM in CDCl3).
Abbildung 3.19. zeigt eine durch Kraftfeldrechnung ermittelte mögliche Konformation eines
Komplexes aus 34b und dem zu 40 analogen Octylglucosid. In der Abbildung sind einige
H-H-Entfernungen zwischen C23-H2-Protonen des Cyclotriamids und Ringprotonen des
Glucosids gekennzeichnet, die hinreichend klein sind, um in Sättigungsexperimenten einen
NOE zu zeigen. Im ROESY-Spektrum können auch tatsächlich NOE-Crosspeaks zwischen
dem AB-System an C23 und den Ringprotonen des Glucosids beobachtet werden (Abbildung
3.20.).
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
72
Abbildung 3.19. Gefundenes Globales Minimum aus einer Docking-Prozedur im AMBERKraftfeld für den Komplex aus 34b und n-Octyl-β-Glucosid. In der Kalottendarstellung sind
einige mögliche NOEs zwischen den Protonen an C23 des Cyclotriamids und den
Ringprotonen des Glucosids markiert.
Abbildung 3.20. Ausschnitt aus dem 600MHz-ROESY-Spektrum des Komplexes aus 34b und
40. Das Spektrum zeigt tatsächlich NOEs zwischen den C23-Protonen von 34b und GlucosidRingprotonen. Zur Signalzuordnung vgl. Abb. 3.18.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
73
Das zu 34b analoge Cyclotriamid cyclo-(CHS)3 35b der Aminocholsäure konnte leider nicht
rein erhalten werden, weshalb Komplexierungsversuche hiermit nicht in Frage kamen. Bei
dem Versuch der Synthese dieser Verbindung war als Hauptprodukt der Hexacyclus
cyclo-(CHS)6 35d entstanden. Die übrigen in dieser Arbeit synthetisierten Typ-1-Oligomere
der Aminocholansäuren wurden nicht mehr auf ihr Komplexierungsverhalten untersucht, da
einerseits mit jedem zusätzlichen Baustein der Hohlraum größer wird und damit nur noch für
wenige Gastmoleküle geeignet ist, und da andererseits mit jedem Baustein die Flexibilität des
Moleküls größer wird und damit die Präorganisation des Hohlraumes abnimmt, was die
Bindungsstärke auch zu gut passenden Gästen prinzipiell verringern sollte.
Ein deutlicher Hinweis auf die zunehmende Flexibilität der Cyclen findet sich durch
Vergleich der NMR-Signale der Protonen an C23 von Cyclo-(DCS)3 34b, Cyclo-(DCS)4 34c
und Cyclo-(DCS)6 34d. Der Vergleich zeigt, dass die beiden Signale des AB-Systems mit
steigender Ringgröße unschärfer werden und zusammenrücken, wobei im Cyclohexamer nur
noch ein Signal für beide Protonen zu beobachten ist (Abbildung 3.21.). Dieses Phänomen ist
mit großer Wahrscheinlichkeit darauf zurückzuführen, dass aufgrund der mit der Ringgröße
steigenden Flexibilität der Cyclen das NMR-Spektrum lediglich einen Mittelwert aus
zahlreichen
(meist
unsymmetrischen)
sich
dynamisch
ineinander
umwandelnden
Konformationen abbildet, in denen die Protonen an C23 der einzelnen Bausteine jeweils
unterschiedliche Umgebungen haben. Abschließend ist aus der Reihe der Typ-1-Oligocyclen
noch das NMR-Spektrum von Cyclo-(CHS)6 35d abgebildet (Abbildung 3.22.).
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
74
Abbildung 3.21. Vergleich der 1H-NMR-Spektren von Cyclo-(DCS)3 34b, Cyclo-(DCS)4 34c
und Cyclo-(DCS)6 34d (400 MHz, CDCl3). Mit steigender Ringgröße ist eine zunehmende
Unschärfe und ein Zusammenrücken der Signale der beiden Protonen an C23 zu erkennen.
Abbildung 3.22. 400MHz-1H-NMR-Spektrum von Cyclo-(CHS)6 35d.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
75
3.2.2.2. Macrolactame aus Typ-2-Bausteinen
Bei
der
kernresonanzspektroskopischen
Untersuchung
der
drei
Typ-2-Cyclotrimere
Cyclo-(Val-LCS)3 36, Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3 37 und Cyclo-(Val-DCS)3 38a zeigte sich in
Chloroform eine ungewöhnlich starke Tieffeld-Verschiebung des jeweiligen Steroid-NHProtons (Abbildungen 3.23. a und b). Zudem war dieses Signal jeweils unscharf und deutlich
verbreitert (siehe zum Vergleich auch die NH-Signale in den Spektren der linearen Analoga,
Abb. 3.10.a und 3.12.).
Abbildung 3.23.a) 400MHz-TOCSY-Spektrum von Cyclo-(Val-LCS)3 36 (in CDCl3). Das
Spektrum weist einen einfachen Signalsatz auf, der (im zeitlichen Mittel) auf eine Symmetrie
des Cyclus hindeutet. Die Crosspeaks belegen, dass es sich bei dem tieffeldverschobenen
NH-Signal um das Amid-Proton der LCS-Bausteine handelt.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
76
Abbildung 3.23.b) Charakteristische Signcle aus den 400MHz-1H-NMR-Spektren (jeweils in
CDCl3) der Verbindungen Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3 37 (unten) und Cyclo-(Val-DCS)3 38a (oben).
Die beiden Spektren zeigen analoge Verhältnisse wie das Spektrum von 36.
Diese Beobachtungen deuten auf eine Beteiligung dieses Protons an einer Wasserstoffbrücke
hin. Eine plausible Möglichkeit hierfür liegt in der Ausbildung einer intramolekularen
Wasserstoffbrückenbindung zum Carbonylsauerstoff des nächsten Steroid-Bausteins unter
Ausbildung eines γ-loops. Diese lokale Konformation ist in Abbildung 3.24. am Beispiel der
Verbindung 36 aufgezeigt.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
77
Abbildung 3.24. γ-loop-Konformation (grau unterlegt) in Cyclo-(Val-LCS)3 36. Rechts sind
zwei verschiedene mögliche Geometrien, eine mit äquatorial (A) und eine mit axial (B)
ständiger Seitenkette, aufgeführt.
Zur Überprüfung dieser Vermutung wurde die Verbindung 36 einer theoretischen
Konformationsanalyse
unterzogen
(Amber-Kraftfeld,
Monte-Carlo-Suche
mit
9845
Schritten). Das globale Minimum und zwei weitere lokale Minima sind in Abbildung 3.25.
abgebildet. Während im globalen Minimum (206.89 kJ/mol, 4x gefunden) zwar eine
Wasserstoffbrücke, aber keine γ-loop-Konformation zu beobachten ist, zeigt bereits das über
zwei Wasserstoffbrücken stabilisierte lokale Minimum mit der zweitniedrigsten Energie (nur
um 0.18 kJ/mol höher als das globale Minimum) zumindest an einer Stelle diese Geometrie.
In fast allen folgenden lokalen Minima war ebenfalls mindestens ein γ-loop enthalten. Auch
lokale Minima mit drei γ-Loops wurden gefunden, eines davon (239.63 kJ/mol) mit zwei
äquatorialen und einem axialen γ-turn ist exemplarisch abgebildet. Allen gefundenen Minima
gemeinsam ist, dass ausschließlich NH-Protonen des Steroids an Wasserstoffbrücken beteiligt
sind, was sich mit den experimentellen Befunden deckt. Die Vielzahl unterschiedlicher
Konformationen mit ähnlicher Energie erklärt auch die Unschärfe der Signale im NMR, die
sich wahrscheinlich aus einem dynamischen Gleichgewicht dieser Konformationen in Lösung
ergibt (ein Wasserstoffaustausch als Ursache für die NH-Signalverbreiterung wird hier
aufgrund der Tatsache, dass auch alle anderen Signale keine scharfe Aufspaltung zeigen, als
insgesamt eher unwahrscheinlich angesehen, kann aber nicht sicher ausgeschlossen werden).
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
78
γ
γ
γ
γ
Abbildung 3.25. Gefundenes Globales Minimum (A, 206.89 kJ/mol) und zwei weitere lokale
Minima (B, 207.07 kJ/mol und C, 239.63 kJ/mol) von Cyclo-(Val-LCS)3 36 aus einer MonteCarlo-Suche im AMBER-Kraftfeld. Die abgebildeten Konformationen zeigen, dass
ausschließlich NH-Protonen von LCS-Bausteinen an Wasserstoffbrückenbindungen beteiligt
sind. Erst in der Geometrie mit der zweitniedrigsten Energie zeigt sich die vermutete γ-loopKonformation.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
79
Winkelmaß
Baustein
Val 1
LCS 1
Val 2
LCS 2
Val 3
LCS 3
Torsionswinkel
A
B
C
ϕ(NH-CαH)
154.5°
9.9°
- 145.2°
Φ
C(O)Val-Cα
αVal-NVal-C(O)LCS
- 142.1°
69.9°
- 78.9°
Ψ
NVal-Cα
αVal-C(O)Val-NLCS
159.8°
- 61.3°
67.4°
ϕ(NH-C3H)
172.5°
- 156.9°
139.6°
ϕ(NH-CαH)
152.2°
154.2°
- 141.2°
Φ‘
αVal-NVal-C(O)LCS
C(O)Val-Cα
- 138.0°
- 147.8°
- 78.5°
Ψ‘
NVal-Cα
αVal-C(O)Val-NLCS
83.5°
136.2°
73.7°
ϕ(NH-C3H)
137.4°
- 160.8°
- 178.8°
ϕ(NH-CαH)
153.6°
154.7°
4.3°
Φ“
C(O)Val-Cα
αVal-NVal-C(O)LCS
- 146.0°
- 141.7°
70.7°
Ψ“
αVal-C(O)Val-NLCS
NVal-Cα
134.9°
160.8°
- 60.1°
ϕ(NH-C3H)
-162.7°
178.3°
146.6°
Tabelle 3.3. Charakteristische Winkelbeziehungen aus den in Abb. 3.25. gezeigten
Minima der Kraftfeldrechnung zu Cyclo-(Val-LCS)3 36. Rechtsgängige Winkel sind
jeweils positiv dargestellt, die ekliptische Anordnung der jeweils endständigen
Atome einer Gruppe entspricht einem Winkel von 0°. Die Bausteine wurden
entsprechend der Abbildung in CO!NH-Richtung von 1 bis 3 durchnumeriert.
Bei der Synthese von cyclo-(Val-DCS)3 38a war eine weitere Verbindung (38b) in größerer
Menge angefallen, die säulenchromatographisch rein isoliert werden konnte. Die massenspektrometrische Analyse mittels MALDI zeigt, dass diese Verbindung die doppelte Masse
besitzt und somit ein Cyclodimerisierungsaddukt darstellt. Besonders ungewöhnlich an dieser
Verbindung ist das 1H-NMR-Spektrum, welches gegenüber allen anderen in dieser Arbeit
synthetisierten Macrolactamen als einziges keinen einfachen Signalsatz zeigt, sondern einen
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
80
doppelten, der ein Intensitätsverhältnis von 1:1 aufweist (Abbildung 3.26.a). Es gibt also im
Molekül jeweils zwei unterscheidbare Valin- und DCS-Einheiten, woraus insgesamt eine
C3-Symmetrie abgelektet werden kann. Bei der Signalzuordnung innerhalb eines Signalsatzes
waren vor allem das TOCSY/Spektrum (Abbildung 3.26.b) und das ROESY-Spektrum
hilfreich, aber auch Informationen aus dem HMQC (Abbildung 3.26.c) waren zur
Signalzuordnung notwendig. Die Frage, ob und ggf. wo die beiden Signalsätze ineinander
übergehen, wird später geklärt.
Abbildung 3.26.a) 600MHz-1H-NMR-Spektrum der Verbindung 38b (in CDCl3). Die beiden
Signalsätze sind in A und B unterschieden, die Zuordnung war durch zweidimensionale
NMR-Experimente (TOCSY, ROESY und DQF-COSY sowie HMQC) möglich (vgl.
Abb. 3.27.).
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
Abbildung 3.26.b) 600MHz-TOCSY-Spektrum der Verbindung 38b.
81
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
82
Abbildung 3.26.c) HMQC-Spektrum von 38b. Einige besonders charakteristische
Zuordnungen sind angegeben. Auffällig ist die große Verschiebungsdifferenz der beiden
Protonen von C22 (evtl. C23, Zuordnung nicht völlig sicher) im Signalsatz A.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
83
Abbildung 3.27. Korrelationsbeziehungen, auf denen im NMR von 38b die Signalzuordnung
innerhalb eines Signalsatzes (in NH!CO-Richtung von C3-H eines Steroid-Bausteins zu
C19-H3 des nächsten Steroid-Bausteins) beruht. Gestrichelte Linien: direkte/indirekte
H,H-Korrelation aus TOCSY und DQF-COSY; Durchgezogene Linien: NOEs aus ROESY.
Die NMR-Befunde deuten neben der für eine so komplexe Verbindung – immerhin handelt es
sich um ein Cyclododecaamid – ungewöhnlich guten Kristallisationsfähigkeit auf eine
besondere Struktur mit höherer Ordnung hin. Grundsätzlich kommen hier drei verschiedene
Verbindungstypen in Frage (siehe Abbildung 3.28.): ein einfaches Cyclododecaamid (A), ein
Catenan aus zwei kettenförmig verknüpften cyclo-(DCS)3-Ringen (B), oder ein verknotetes
Cyclododecaamid, ein sogenanntes Knotan (C). Catenane48 und Knotane49 aus AmidMacrocyclen wurden in jüngerer Zeit von Vögtle dargestellt und untersucht. Die Ergebnisse
dieser Arbeiten wurden zur Bewertung der verschiedenen Varianten mit herangezogen, wobei
allerdings berücksichtigt werden mußte, dass bei der hier untersuchten Verbindung 38b durch
die Amid-Bindungen eine Bindungsrichtung vorgegeben war, die als zusätzliche Komponente
die Symmetrie und die Zahl und Art der möglichen Stereoisomere beeinflußt. Bei den von
Vögtle vorgestellten Catenanen und Knotanen lag eine solche Gesamt-Bindungsrichtung nicht
vor, da die Amid-Bindungsrichtungen alternierend waren und sich so insgesamt
gegeneinander aufhoben.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
84
Abbildung 3.28. Allgemeine Topologie der verschiedenen Varianten von 38b. A: einfacher
Cyclus, B: Catenan, C: Knotan.
Für die Catenan-Variante (B) und das Knotan (C) sind unter Berücksichtigung der gegebenen
Stereochemie der Bausteine jeweils zwei diastereomere Formen denkbar (Abbildung 3.29.
a und b).
Abbildung 3.29.a) Mögliche Diastereomere von Catenanen mit sich wiederholenden
Bausteinen definierter Stereochemie (L-Aminosäuren, Steroid-Gerüst) und vorgegebener
Bindungsrichtung (durch Pfeile gekennzeichnet). Zur Herleitung vgl. Anhang D.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
85
Abbildung 3.29.b) Mögliche Diastereomere von Knotanen mit sich wiederholenden
Bausteinen definierter Stereochemie (L-Aminosäuren, Steroid-Gerüst) und vorgegebener
Bindungsrichtung (durch Pfeile gekennzeichnet). Zur Herleitung vgl. Anhang D.
Dies ergibt sich aus dem Umstand, dass den einzelnen Cyclen durch die Amid-Bindungen
jeweils eine Richtung zugeordnet werden kann. Da eine Lösung der Kristallstruktur aufgrund
der Empfindlichkeit der Kristalle und ihres relativ geringen Streuvermögens bisher nicht
gelang, war es zur Strukturaufklärung nun zunächst nötig, zu klären, welche der angegebenen
Varianten am besten mit den Ergebnissen der NMR-Experimente korrespondiert. Dass der
doppelte Signalsatz aus einem Gemisch von Diastereomeren resultiert, konnte mit einiger
Sicherheit
ausgeschlossen
werden,
da
auch
nach
mehreren
Kristallisationen
das
Intensitätsverhältnis zwischen beiden Signalsätzen absolut identisch blieb. Es handelt sich
also mit großer Wahrscheinlichkeit um eine einzige Verbindung, entweder um den einfachen
Cyclus (Variante A aus Abb. 3.28.), oder um eines der beiden Diastereomere des Catenans
oder des Knotans.
Nach aller Erfahrung sollte ein einfacher Macrocyclus (Variante A), auch ein größerer,
lediglich einen einfachen Signalsatz im NMR zeigen, ähnlich wie die anderen in dieser Arbeit
synthetisierten höheren Cyclen (z.B. cyclo-(DCS)6 34d und cyclo-(CHS)6 35d). Eine starke
Fixierung einer einzelnen Konformation durch Wasserstoffbrückenbindungen, die eine Unterscheidbarkeit von jeweils zwei Valin- und DCS-Bausteinen mit verschiedenen Umgebungen
(und damit unterschiedlichen Signalsätzen) zur Folge hätte, kann hier weitgehend
ausgeschlossen werden, da aufgrund der insgesamt hohen Flexibilität des großen Ringes in
Lösung von einem schnellen dynamischen Gleichgewicht mehrerer Konformationen
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
86
ausgegangen werden muß – dies würde auf der NMR-Zeitskala wiederum einen einfachen
Signalsatz aus einer gemittelten Konformation zur Folge haben. Variante A kann also
aufgrund der NMR-Befunde als insgesamt recht unwahrscheinlich angesehen werden.
Bei Catenanen sind die Überlegungen etwas komplexer. Hier muß berücksichtigt werden, ob
die beiden Ringe schnell gegeneinander rotieren oder ob sie nicht bzw. langsam rotieren
(jeweils bezogen auf die NMR-Zeitskala). Im Fall einer schnellen Rotation sollte sich für ein
Diastereomer lediglich ein einfacher Signalsatz ergeben, da die beiden Diastereomere jeweils
eine zweizählige Drehachse besitzen. Aus dem gleichen Grund sollten bei langsamer bzw.
nicht vorhandener Rotation, (diese hatte Vögtle bei den von ihm synthetisierten Catenanen
beobachtet48), unterscheidbare Signalsätze auftreten, da an der Kontaktstelle der beiden Ringe
die Ausbildung von Wasserstoffbrücken erwartet wird. Somit sollte ein Signalsatz aus den an
der Kontaktstelle lokalisierten Bausteinen (pro Ring je eine Valin und eine DCS-Einheit) und
(mindestens) ein Signalsatz aus den nicht an der Kontaktstelle lokalisierten Bausteinen
resultieren. Drei Signalsätze wären hier ebenfalls möglich, da aufgrund der Richtungskomponente der Amidkette die nicht an der Kontaktstelle lokalisierten Bausteine (pro Ring je
zwei Valin- und zwei DCS-Einheiten) jeweils unterschiedliche Umgebungen aufweisen.
Wenn sich nur zwei Signalsätze ergeben, sollten sie jedoch im Intensitätsverhältnis 1:2
auftreten, was im Widerspruch zu den NMR-Befunden steht. Da das Vorliegen eines
Diastereomerengemisches bereits ausgeschlossen wurde (dies könnte – schnelle Rotation
vorausgesetzt – zwei verschiedene Signalsätze, jeder von einem der Diastereomere, erklären)
scheidet ein Catenan (B) als mögliche Strukturvariante ebenfalls aus und es bleibt lediglich
eines der Knoten-Diastereomere (Variante C) als Möglichkeit übrig.
Die Knotan-Variante wird im Folgenden anhand von Modellingstudien und der detaillierten
Betrachtung von zweidimensionalen NMR-Experimenten, insbesondere dem ROESY, näher
untersucht. Dabei ist zunächst die Frage zu klären, ob in einem Knoten tatsächlich zwei
unterscheidbare Baustein-Sätze auftreten und ob diese hinreichend fixiert sind und nicht ihre
Position tauschen, denn sonst würde auch die Knotan-Variante als mögliche Struktur den
doppelten NMR-Signalsatz im Verhältnis 1:1 nicht erklären können.
Ein mögliches Knoten-Diastereomer wurde einer theoretischen Konformationsanalyse
unterzogen. Da bei Knoten eine Ringöffnung während der Rechnung vermieden werden
mußte, konnten die sonst üblichen Verfahren zur Konformationssuche mit Hilfe von Monte-
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
87
Carlo-Rechnungen nicht angewendet werden. Stattdessen wurde eine unsymmetrische
Startgeometrie des Knotens mittels stochastischer Dynamik (SD) untersucht. Über einen
Zeitraum von 6000 ps bei 1200 K wurden insgesamt die Koordinaten von 2000 Geometrien
gespeichert. Diese Geometrien wurden anschließend im Kraftfeld optimiert. Das globale
Minimum dieser Suche ist in Abbildung 3.30.a) gezeigt.
Abbildung 3.30.a) Globales Minimum (218.75 kJ/mol) einer SD-Simulation (AMBERKraftfeld) zur Energieoptimierung einer der beiden diastereomeren Knotengeometrien von
38b (SD = stochastische Dynamik). Die abgebildete Konformation ist über 9 Wasserstoffbrückenbindungen stabilisiert und weist C3-Symmetrie auf. (Das andere Diastereomer wurde
auf die gleiche Weise untersucht. Es liegt energetisch um 13,82 kJ/mol höher und zeigt keine
C3-Symmetrie; vgl. Abbildung in Anhang D)
Man erkennt eine C3-symmetrische Konformation des Knotens, die an den drei Kontaktstellen
des zusammenhängenden Stranges jeweils durch drei Wasserstoffbrücken fixiert ist. Dadurch
entstehen jeweils zwei unterscheidbare Valin- und DCS-Bausteine. Die lokale Geometrie
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
einer
Kontaktstelle
ist
in
Abbildung
3.30.b)
88
wiedergegeben.
Dort
sind
einige
H,H-Entfernungen markiert, die einen NOE ergeben sollten, und außerdem die
Wasserstoffbrückenbindungen hervorgehoben. Interessant ist in diesem Zusammenhang, dass
in einem Strang ein Valin-Amidproton an einer Wasserstoffbrücke beteiligt ist, im anderen
ein DCS-Amidproton. Dies korrespondiert mit dem NMR-Spektrum, in dem das ValinAmidproton des Signalsatzes A und das DCS-Amidproton des Signalsatzes B jeweils stark
tieffeldverschoben sind. Ein solcher Tieffeld-Shift wird üblicherweise dann beobachtet, wenn
die Amidprotonen in Wasserstoffbrücken fixiert sind. Bei der weiteren Diskussion der
kraftfeldoptimierten Knoten-Konformation aus Abbildung 3.30.a) wurden deshalb die Valinund DCS-Bausteine jeweils analog der NMR-Zuordnung in A und B unterschieden (siehe
Bezeichnung der beiden Stränge in Abbildung 3.30.b).
Abbildung 3.30.b) Lokale Geometrie einer der drei identischen Kontaktstellen im Globalen
Minimum des Knotans. Wasserstoffbrückenbindungen (gestrichelte Linien) sowie einige
charakteristische H,H-Entfernungen, die einen NOE ergeben sollten (Doppelpfeile), sind
hervorgehoben. Die beiden Stränge sind entsprechend der Signalzuordnung im NMR in A und
B unterschieden.
Tabelle 3.4. listet einige charakteristische im Knoten-Modelling (Abb. 3.30.a) gefundene
H,H-Entfernungen auf, die einen NOE ergeben sollten (< 3 Å) und gibt an, ob diese
theoretisch zu erwartenden NOEs experimentell bestätigt werden konnten. Besonders NOEs,
die zwischen jeweils einem Proton von Strang A und Strang B auftreten sollten, werden als
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
89
charakteristisch angesehen, aber auch NOEs, die aufgrund der besonderen Konformation nur
innerhalb eines Stranges auftreten sollten, im anderen aber nicht. Es zeigt sich, dass jeder
dieser erwarteten besonders charakteristischen NOEs tatsächlich eine experimentelle
Entsprechung im ROESY hat. Exemplarisch sind die NOE-Crosspeaks zwischen den
Methylprotonen an C21 beider Signalsätze mit je einem der beiden Protonen von C23-H2 des
B-Signalsatzes in einem Ausschnitt des ROESY-Spektrums markiert (Abbildung 3.31.). Im
Knoten-Modelling zeigte tatsächlich nur eines der C23B-Protonen (das pro-S-ständige) zu den
C21A-Methylprotonen einen für einen NOE hinreichend kleinen Abstand, und zwar das
gleiche Proton, das auch zu einem der beiden C23A-Protonen einen Abstand hat, der einen
NOE erwarten läßt – und diesen auch im NMR zeigt. Zur C21B-Methylgruppe hingegen zeigt
nur das pro-R-ständige Proton einen starken NOE (vgl. Markierungen in Abbildung 3.30.b).
betrachtete Wasserstoffatomea)
Kernabstände aus
Modellingb)
NOE-Crosspeak im
ROESY
αH(ValB) - βH(ValA)
3.00 Å
ja
C23-HR(DCSB) - C23-HR(DCSA)
C23-HR(DCSB) - C23-HS(DCSA)
C23-HS(DCSB) - C23-HR(DCSA)
C23-HS(DCSB) - C23-HS(DCSA)
5.16 Å
3.74 Å
3.79 Å
2.64 Å
nein
nein
nein
ja
C23-HR(DCSB) - C21-H3(DCSA)
C23-HS(DCSB) - C21-H3(DCSA)
3.98 Å
2.28 Å
(nein)c)
ja
C23-HR(DCSB) - C21-H3(DCSB)
C23-HS(DCSB) - C21-H3(DCSB)
2.28 Å
3.27 Å
ja
(ja)d)
NH(ValB) - C22-H2(DCSB)e)
2.19 Å
2.82 Å
ja
ja
a) Bei prochiralen (prostereogenen) Gruppen sind die diastereotopen Protonen jeweils durch
die Indices R (für pro-R-chiral) und S (für pro-S-chiral) differenziert.
b) Bei mehreren möglichen Abständen ist der, der einen NOE zeigen sollte, fett gedruckt.
c) es ist ein sehr schwacher NOE-Crosspeak erkennbar, der jedoch gegenüber dem anderen
vernachlässigbar klein ist. (vgl Abb. 3.31.)
d) dieser NOE-Crosspeak ist deutlich kleiner als der andere. (vgl. Abb. 3.31.)
e) im A-Strang hat die Steroid-Seitenkette eine andere Konformation (vgl. Abb. 3.30.b), in der
aufgrund des großen H,H-Abstandes (jeweils > 4 Å) entsprechende NOEs nicht zu
erwarten sind und auch nicht beobachtet werden. Auf eine Differenzierung der
diastereotopen Protonen von C22 wurde verzichtet, da beide einen NOE zeigen.
Tabelle 3.4. Einige charakteristische H,H-Kernabstände aus dem Modelling der
Knotenvariante von 38b, die aufgrund ihrer Distanz (bis 3 Å) einen NOE zeigen
sollten.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
90
pro-R
pro-S
Abbildung 3.31. Ausschnitt aus dem ROESY-Spektrum von 38b. Die NOE-Crosspeaks der
Protonen von C23-H2 des Signalsatzes B zu den Protonen von C21-H3 beider Signalsätze sind
markiert. Es zeigt sich – auch hinsichtlich der Intensität – eine deutliche Übereinstimmung
mit den aufgrund der Kernabstände aus dem Modelling erwarteten NOEs (siehe auch
Tabelle 3.5.b).
Eine gute Entsprechung (bei DCSA zumindest tendenziell) zeigt sich auch beim Vergleich der
aus der optimierten Knotenkonformation abgelesenen NH-CH-Torsionswinkel mit den
Winkelintervallen, die sich jeweils aus den Kopplungskonstanten JNH-CH im NMR-Spektrum
ergeben (Tabelle 3.5.a).
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
aus Modelling
Baustein
91
aus NMR
ϕ(NH-CαH) bzw.
ϕ(NH-C3H)
JNH-CH
entspr. Winkelintervall
aus Karplus-Kurve
ValA
141.6°
7.38
126.4°-153.2°
DCSA
174.9°
9.06
132.2°-166.1°
ValB
170.9°
10.20
135.9°-180.0°
DCSB
129.7°
5.10
117.1°-141.8°
Tabelle 3.5.a) NH-CH-Torsionswinkel aus dem globalen Minimum der Knotanvariante
(Abb. 3.30.a) von 38b und entsprechende mögliche Winkelintervalle aus NMR-Daten,
berechnet aus den Kopplungskonstanten JNH-CH mit Hilfe der Karplus-Kurve.
Rechtsgängige Winkel aus dem globalen Minimum sind jeweils positiv dargestellt, bei
den aus NMR-Daten berechneten Winkelintervallen handelt es sich um Beträge, daher
sind die Winkel stets positiv. Es wurde nur jeweils das Winkelintervall angegeben, das
mit dem Winkel des globalen Minimums korrespondiert. Die Bausteine werden
entsprechend Abb. 3.30.b) (Signalzuordnung im NMR) in A und B unterschieden.
Baustein
ValA
ValB
Torsionswinkel und entspr. Atomgruppe
Winkelmaß
Φ
C(O)Val-Cα
αVal-NVal-C(O)DCS
- 92.6°
Ψ
NVal-Cα
αVal-C(O)Val-NDCS
135.7°
Φ‘
αVal-NVal-C(O)DCS
C(O)Val-Cα
- 129.3°
Ψ‘
127.8°
NVal-Cα
αVal-C(O)Val-NDCS
Tabelle 3.5.b) Torsionswinkel Φ und Ψ aus dem globalen Minimum der
Knotanvariante von 38b. Rechtsgängige Winkel sind jeweils positiv dargestellt, die
ekliptische Anordnung der jeweils endständigen Atome einer Gruppe entspricht
einem Winkel von 0°. Die Bausteine wurden analog Tab. 3.5.a) in A und B unterschieden.
Die angegebenen Vergleichsdaten zeigen, dass die aus dem Modelling der Knotenvariante
von 38b erhaltenen Daten recht gut mit den experimentellen Befunden übereinstimmen. Auch
die hohe Rigidität der Knotengeometrie (siehe Abbildung 3.30.c) spricht für diese Variante.
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
92
Abbildung 3.30.c) Überlagerung von 20 lokalen Minima aus der SD-Rechnung des Knotens
innerhalb eines Intervalls von 30 kJ/mol. In diesem Intervall wurden 280 Geometrien
gefunden. Dargestellt sind die erste, die 280ste und dazwischen 18 weitere in regelmäßigen
Energieabständen. Die Überlagerung zeigt die hohe Rigidität des Knotens: Alle überlagerten
Minima haben sehr ähnliche Konformationen.
Abschließend war nun noch zu überprüfen, ob im NMR ein Übergang zwischen beiden
Signalsätzen identifiziert werden kann, d.h. ob die jeweils zugehörigen Bausteine in einem
Molekül aneinanderhängen, und wo dieser Übergang im Molekül jeweils lokalisiert ist. Dieser
Übergang konnte im ROESY-Spektrum anhand von sehr schwachen NOE-Crosspeaks
zwischen C3-H des einen und den Methylprotonen an C19 des jeweils anderen Signalsatzes
gefunden werden (siehe Abbildung 3.32.). Diese Crosspeaks waren zwar ausgesprochen
schwach (was in Anbetracht des großen Abstandes der entsprechenden Protonen von über 4 Å
3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten
93
zu erwarten war), hoben sich aber deutlich und eindeutig vom Rauschen ab, so dass hier von
echten NOE-Crosspeaks ausgegangen werden kann.
Abbildung 3.32. Ausschnitt aus dem ROESY-Spektrum von 38b. Die sehr schwachen NOECrosspeaks der C19-Methylgruppen eines Signalsatzes zu den C3-Protonen des jeweils
anderen Signalsatzes belegen den Übergang zwischen den Signalsätzen.
Die guten Übereinstimmungen aus dem Vergleich der mittels Kraftfeldrechnung ermittelten
Konformation des diskutierten Knoten-Diastereomers mit den Befunden aus verschiedenen
NMR-Experimenten sind deutliche Indizien dafür, dass es sich bei der Verbindung 38b
tatsächlich um den postulierten molekularen Knoten handelt (Das andere Diastereomer zeigt
durch die fehlende C3-Symmetrie eine deutlich schlechtere Übereinstimmung; vgl. auch
Abbildung in Anhang D). Einen endgültigen Beweis hierfür kann jedoch nur die Lösung der
Kristallswruktur erbringen. Diese gelang bisher leider nicht, da die erhaltenen Kristalle trotz
sehr guter Qualität ein zu geringes Streuvermögen aufwiesen und während der Messung
zerfielen. Weitere Versuche zur Lösung der Kristallstruktur sind im Gange, konnten aber im
Rahmen dieser Arbeit nicht mehr erfolgreich abgeschlossen werden.
4. Zusammenfassung und Ausblick
94
4. Zusammenfassung und Ausblick
4.1. Zusammenfassung
Die vorliegende Arbeit ist Teil eines Forschungsprojektes mit dem Ziel, lineare und cyclische
Oligopeptide zu untersuchen, die 3α-Aminocholansäuren 5 als nichtnatürliche Aminosäurebausteine enthalten. Von konkretem Interesse sind hierbei vor allem die Aspekte
Selbstorganisation und Molekulare Erkennung. Im Rahmen dieser Arbeit sollten dazu in
einem ersten Ansatz zunächst homologe lineare und cyclische Amid-Oligomere aus zwei
verschiedenen Typen von Aminocholansäure-Bausteinen synthetisiert und hinsichtlich ihrer
Konformation und exemplarisch auch auf ihr Komplexierungsverhalten hin untersucht
werden.
Zuerst wurde hierzu eine Synthese für die Aminocholansäuren so optimiert, dass ausgehend
von den im Handel erhältlichen Cholansäuren 1 das jeweilige 3α-Epimer 5a-c in wenigen
Synthesestufen selektiv, in großer Menge und ohne die Notwendigkeit chromatographischer
Reinigungsschritte zugänglich wurde. Als Baustein-Typen für die Oligoamide dienten die
reinen Aminocholansäuren (Typ 1) und die aminoterminal um eine natürliche Aminosäure
verlängerten Aminocholansäuren (Typ 2).
4. Zusammenfassung und Ausblick
95
Die Synthese der linearen Oligoamide gelang durch Standard-Peptidkopplung mit Boc- und
Methylester-Schutzgruppenchemie. Als geeignete Kopplungsreagenzien erwiesen sich DEPC
und EDC, wobei u.a. aufgrund der hohen Giftigkeit von DEPC bevorzugt EDC eingesetzt
wurde. Bei der Kettenverlängerung war die Wahl einer geeigneten Strategie von Bedeutung.
Da der blockweise Aufbau (vgl. Kapitel 2, Schema 2.5.a) nur geradzahlige Oligomere liefert,
wurde dieser Weg nur exemplarisch für die Synthese der Aminolithocholsäure-Oligoamide
Boc-LCS2-OMe 13a und Boc-LCS4-OMe 14a eingeschlagen. Alle anderen linearen
Oligoamide wurden durch sequentielle Kettenverlängerung (Kapitel 2, Schema 2.5.b)
hergestellt. In der Peptidchemie werden Oligopeptide dabei üblicherweise aminoterminal
verlängert, weil die hierzu notwendige Abspaltung der Boc-Schutzgruppe in der Regel
schonend und quantitativ durch den Einsatz von Trifluoressigsäure möglich ist, während die
zur carboxyterminalen Verlängerung notwendige quantitative Methylester-Spaltung ungleich
schwieriger ist und nur unter erheblich drastischeren Bedingungen erreicht werden kann.
Zumindest für die Aminodesoxycholsäure(DCS)- und Aminocholsäure(CHS)-haltigen
Oligomere wurde in dieser Arbeit trotzdem fast ausschließlich die carboxyterminale
Kettenverlängerung gewählt, da sich herausstellte, dass bei der Abspaltung der
Boc-Schutzgruppe in diesen Systemen eine unerwünschte Nebenreaktion eintritt: die freien
OH-Gruppen der DCS- bzw. CHS-Bausteine reagieren teilweise mit Trifluoressigsäure zu den
entsprechenden Estern, wie bei der Synthese von Boc-DCS3-OMe 16a durch aminoterminale
Verlängerung des entsprechenden Dimers 15a deutlich wurde. Die carboxyterminale
Kettenverlängerung sollte daher auch in zukünftigen Versuchen die Methode der Wahl sein,
wenn Aminocholansäuren mit freien OH-Gruppen zu Oligoamiden gekoppelt werden.
Insgesamt konnten bei den einzelnen Kopplungsschritten der Oligoamid-Synthese gute bis
sehr gute Ausbeuten erzielt werden. Die folgende Aufstellung zeigt, welche linearen
Oligomere im einzelnen synthetisiert wurden:
4. Zusammenfassung und Ausblick
Typ-1-Oligomere
96
Typ-2-Oligomere
Boc-LCSn-OMe
mit n = 2, 4
Boc-(Val-LCS)n-OMe
mit n = 1, 2, 3
Boc-DCSn-OMe
mit n = 2, 3, 4
Boc-(Lys[Z]-LCS)n-OMe
mit n = 1, 2, 3
Boc-CHSn-OMe
mit n = 2, 3, 4
Boc-(Val-DCS)n-OMe
mit n = 1, 2, 3
Boc-(Val-CHS)n-OMe
mit n = 1, 2, 3
Vom gut kristallisationsfähigen Typ-2-Monomer Boc-Val-LCS-OMe 21a konnte die
Kristallstruktur gelöst werden (Abbildung 4.1.).
Abbildung 4.1. Kristallstruktur des Typ-2-Monomers Boc-Val-LCS-OMe 21a.
Eine systematische repetitive Sekundärstruktur bzw. besondere sekundäre Strukturelemente
waren weder in den linearen Typ-1-Oligomeren noch in den Typ-2-Oligomeren
identifizierbar. Der Grund hierfür liegt wahrscheinlich in der hohen Flexibilität der linearen
Oligomere – sie weisen in der theoretischen Konformationsanalyse recht unterschiedliche
energieähnliche Konformationen auf, wie das Beispiel des Aminodesoxycholsäure-Tetramers
Boc-DCS4-OMe 17a belegt: Die Überlagerung der in einer Monte-Carlo-Rechnung
gefundenen 35 Geometrien niedriger Energie zeigt aufgrund der Verschiedenartigkeit der
Konformationen nur ein undifferenziertes Knäuel (Abbildung 4.2.).
4. Zusammenfassung und Ausblick
97
Abbildung 4.2. Überlagerung der 35 energiegünstigsten Konformationen (bis 30 kJ/mol über
dem globalen Minimum) aus der theoretischen Konformationsanalyse (AMBER-Kraftfeld)
von Boc-DCS4-OMe 17a. Das resultierende undifferenzierte Knäuel verdeutlicht die
Unterschiedlichkeit der Konformationen und damit die hohe Flexibilität der Kette. Links ist
das globale Minimum abgebildet.
Bei der Synthese der cyclischen Oligoamide wurden zwei Synthesewege gewählt – zum einen
die Oligocyclisierung von Monomeren (nur Typ 1), zum anderen die Cyclisierung linearer
Oligomere (Typ 1 und Typ 2) (siehe Kapitel 2, Schema 2.6.).
Die Oligocyclisierung der Typ-1-Monomere lieferte wie erwartet bei allen drei
Aminocholansäuren neben dem Cyclodimerisierungsprodukt auch noch höhere Oligomere.
Massenspektrometrisch konnte jeweils das Cyclotrimer und das Cyclotetramer nachgewiesen
werden (siehe z.B. das FAB-Massenspektrum des Produktgemisches aus der Oligocyclisierung von 3α-Aminolithocholsäure 5a in Abbildung 4.3.).
4. Zusammenfassung und Ausblick
98
Abbildung 4.3. FAB-Massenspektrum des Produktgemisches aus der Oligocyclisierung von
3α-Aminolithocholsäure 5a.
Isoliert werden konnten bei diesen Oligocyclisierungen jedoch lediglich die Cyclocholamide
Cyclo-DCS2 34a, Cyclo-DCS3 34b und Cyclo-CHS2 35a. Bei der Oligocyclisierung von
3α-Aminolithocholsäure wurden keine geeigneten Chromatographiebedingungen für eine
Trennung des Gemisches gefunden und die Macrocyclen Cyclo-DCS4 34c, Cyclo-CHS3 35b
und Cyclo-CHS4 35c waren bei den jeweiligen Oligocyclisierungs-Reaktionen in zu geringer
Menge entstanden, weshalb eine Isolierung aus dem Oligomeren-Gemisch nicht möglich war.
Die Cyclooligomere 34c und 35c konnten allerdings durch Cyclisierung der entsprechenden
linearen Oligomere in größerer Menge hergestellt und isoliert werden. Cyclo-CHS3 35b war
jedoch auch durch Cyclisierung des entsprechenden linearen Oligoamids nicht zugänglich, da
es bei dieser Reaktion nur in sehr geriger Menge entstand – Hauptprodukt dieser
Cyclisierungsreaktion war das Cyclodimerisierungs-Addukt Cyclo-CHS6 35d. Auch bei der
Cyclisierung des linearen DCS-Trimers konnte ein solches Cyclohexamer isoliert werden
(Cyclo-DCS6, 34d), hier allerdings nur als Nebenprodukt.
Zur
Herstellung
von
Typ-2-Oligomeren
wurden
lediglich
die
linearen
Trimere
Boc-(Val-LCS)3-OMe 26a, Boc-(Lys[Z]-LCS)3-OMe 28a, Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a und
Boc-(Val-CHS)3-OMe
32a
cyclisiert.
Als
direkte
Cyclisierungsprodukte
konnten
4. Zusammenfassung und Ausblick
99
Cyclo-(Val-LCS)3 36, Cyclo-(Lsy[Z]-LCS)3 37 und Cyclo-(Val-DCS)3 38a sowie bei der
Cyclisierung von 30a auch das Cyclodimerisierungsprodukt Cyclo-(Val-DCS)6 38b isoliert
und sicher identifiziert werden. Das Produkt der Cyclisierung des ValinylaminocholsäureTrimers 32a konnte nicht eindeutig als Cyclo-(Val-CHS)3 39 identifiziert werden, da bei der
massenspektrometrischen Analyse kein entsprechender Massenpeak gefunden wurde. Eine
weitere Untersuchung und Identifizierung der isolierten Verbindung war aufgrund ihrer
schlechten Löslichkeit bislang nicht möglich. Die folgende Aufstellung gibt einen Überblick
über die synthetisierten Cyclocholamide:
Typ-1-Macrolactame
Typ-2-Macrolactame
Cyclo-LCSn
mit n = 2a), 3a), 4a)
Cyclo-(Val-LCS)3
Cyclo-DCSn
mit n = 2, 3, 4, 6
Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3
Cyclo-CHSn
mit n = 2, 3a), 4, 6
Cyclo-(Val-DCS)n
mit n = 3, 6
Cyclo-(Val-CHS)3b)
a) nicht isoliert, aber massenspektrometrisch nachgewiesen.
b) fraglich, ob es sich bei dem isolierten Produkt um diese Verbindung handelt.
Von dem gut kristallisationsfähigen Aminodesoxycholsäure-cyclodiamid (Cyclo-DCS2) 34a
konnte die Kristallstruktur gelöst werden. Es zeigte sich, dass im Kristallgitter mit jedem
Molekül 34a jeweils zwei Moleküle Methanol und zwei Wassermoleküle seitlich über ein
zusammenhängendes Band von Wasserstoffbrücken assoziiert sind (Abbildung 4.4.). Dabei
handelt es sich gewissermaßen um eine side-on-Komplexierung. Die Konformation des
Aminodesoxycholsäure-cyclodiamids 34a im Kristall entspricht dabei in etwa der eines
lokalen Minimums aus einer Monte-Carlo-Suche im AMBER-Kraftfeld, das um 8.2 kJ/mol
über dem gefundenen globalen Minimum liegt (Abbildung 4.4.).
4. Zusammenfassung und Ausblick
100
Abbildung 4.4. Kristallstruktur von Cyclo-DCS2 34a mit seitlich über Wasserstoffbrückenbindungen assoziierten Lösungsmittelmolekülen (links) und lokales Minimum (8.2 kJ/mol über
dem globalen Minimum) mit vergleichbarer Konformation aus einer Monte-Carlo-Suche im
AMBER-Kraftfeld (rechts).
Während der Hohlraum des Cyclodiamids 34a noch zu klein war, um ein Gastmolekül
aufzunehmen, zeigte eine Modellingstudie, dass der Hohlraum des Aminodesoxycholsäurecyclotriamids 34b hinreichend groß ist, um ein Glucosemolekül zu komplexieren. Tatsächlich
konnte durch NMR-Experimente gezeigt werden, dass Cyclo-DCS3 34b das DodecylGlucosid 40 komplexiert (Abbildung 4.5.).
4. Zusammenfassung und Ausblick
101
Abbildung 4.5. 1H-NMR-Spektrum (600 MHz) eines 1:1-Gemisches aus Cyclo-DCS3 34b und
n-Dodecyl-β-Glucosid 40 (jeweils 10 mM in CDCl3). Zum Vergleich sind auch die Spektren
der reinen Verbindungen aufgeführt.
Eine Besonderheit konnte in den NMR-Spektren der Typ-2-Cyclotrimere Cyclo-(Val-LCS)3
36, Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3 37 und Cyclo-(Val-DCS)3 38a gefunden werden: Das NH-Proton
des Steroid-Bausteins ist jeweils breit und deutlich tieffeldverschoben (Abbildung 4.6.), was
auf eine Beteiligung dieses Protons an Wasserstoffbrückenbindungen hindeutet. Bevorzugt
sollten diese in γ-loops lokalisiert sein, wie eine Modellingstudie zeigt. Die Breite des Signals
deutet in Verbindung mit der unscharfen Aufspaltung der anderen Signale darauf hin, dass das
NMR ein gemitteltes Spektrum verschiedener sich dynamisch ineinander umwandelnder
Konformationen abbildet. Eine NH-Signalverbreiterung könnte prinzipiell aber auch aus
einem schnellen Wasserstoffaustausch resultieren. Für eine genaue Klärung wären hier
weitere Experimente notwendig.
4. Zusammenfassung und Ausblick
102
Abbildung 4.6. 1H-NMR-Spektrum (400 MHz, CDCl3) von Cyclo-(Val-DCS)3 38a. Das
NH-Signal des Aminodesoxycholsäure-Bausteins ist tieffeldverschoben und breit. Die beiden
Cyclen Cyclo-(Val-LCS)3 36 und Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3 37 zeigen analoge Spektren.
Bei der Cyclisierung des linearen Typ-2-Trimers Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a wurde neben
dem direkten Cyclisierungsprodukt 38a noch eine Verbindung 38b mit doppelter Masse
isoliert, welche durch NMR-Experimente in Kombination mit Molecular-ModellingMethoden relativ sicher als eines von zwei möglichen Knotan-Diastereomeren identifiziert
werden konnte (Abbildung 4.7.a und b). Alternative Varianten mit anderer Topologie wie ein
einfacher Cyclus und ein Catenan konnten dabei weitgehend ausgeschlossen werden. Auch
das andere mögliche Knotan-Diastereomer zeigte keine so gute Übereinstimmung mit den
experimentellen Ergebnissen. Ein endgültiger Beweis dafür, dass Verbindung 38b tatsächlich
ein Knotan ist, konnte allerdings bislang nicht erbracht werden. Hierfür wäre die Lösung der
Kristallstruktur erforderlich, welche jedoch bisher noch nicht gelang. Die Verbindung bleibt
daher bis zur endgültigen Aufklärung der Topologie Gegenstand weiterer Untersuchungen.
Abbildung 4.7.a) Mögliche Diastereomere von Knotanen der Verbindung 38b mit sich
wiederholenden Bausteinen definierter Stereochemie (L-Aminosäuren, Steroid-Gerüst) und
vorgegebener Bindungsrichtung (durch Pfeile gekennzeichnet) (siehe hierzu auch Anhang D).
4. Zusammenfassung und Ausblick
103
Abbildung 4.7.b) Globales Minimum des wahrscheinlich bei Verbindung 38b vorliegenden
Knoten-Diastereomers aus einer Modelling-Studie. Das andere Diastereomer zeigt keine
C3-Symmetrie und liegt einergetisch um 13,82 kJ/mol höher (siehe Anhang D).
4.2. Ausblick
In der vorliegenden Arbeit wurde eine Auswahl homologer linearer und cyclischer
Oligoamide mit Aminocholansäure-Bausteinen vorgestellt. Vor allem die hier synthetisierten
cyclischen Systeme zeigen vielversprechende Ansätze hinsichtlich der im Forschungsprojekt
interessierenden Aspekte Selbstorganisation und Molekulare Erkennung. Deshalb sollten
weitere Arbeiten auf dem Gebiet der Aminocholansäurehaltigen Oligoamide folgen.
Zunächst wäre es hier interessant, nichthomologe Oligoamide, also solche mit nichtrepetitiven
Sequenzen, zu synthetisieren und zu untersuchen. Dabei ist auch die Einführung von
zusätzlicher Funktionalität, sowohl über Seitenketten natürlicher L-Aminosäuren als auch
4. Zusammenfassung und Ausblick
104
über an C7 und/oder C12 modifizierte Aminocholansäure-Bausteine von Bedeutung.
Beispielhaft war eine solche Weiterfunktionalisierung mit der Synthese homologer
Lysinhaltiger Oligoamide in der vorliegenden Arbeit bereits realisiert worden. Solche gezielt
funktionalisierten Systeme sollten gerade im Bereich der molekularen Erkennung,
möglicherweise auch als künstliche Enzyme, ein hohes Potential haben, besonders
hinsichtlich ihrer Selektivität bezüglich ausgewählter Substrate. Insbesondere im Hinblick auf
die effiziente und systematische Permutation von Sequenzen mit kombinatorischen Methoden
und auf ein systematisches Screening auf Sequenzen mit besonders guten Komplexierungseigenschaften für bestimmte Gastmoleküle sollte dann in einem nächsten Schritt eine
Festphasensynthese von (linearen und cyclischen) Oligoamiden mit Aminocholansäuren
etabliert werden. Insgesamt bietet der Einsatz von Aminocholansäure-Bausteinen eine Vielfalt
an Perspektiven. Die folgende Übersicht zeigt beispielhaft die genannten Möglichkeiten auf:
5. Experimenteller Teil
105
5. Experimenteller Teil
5.1. Allgemeines
5.1.1. Bemerkungen
Die für die Synthesen verwendeten α-Aminosäuren wurden in der natürlichen L-Form
eingesetzt. Alle verwendeten Lösungsmittel wurden nach Standardmethoden getrocknet und
gereinigt bzw. als p.a.-Ware direkt eingesetzt. Soweit nicht ausdrücklich erwähnt, wurden alle
Reaktionen ohne Schutzgasatmosphäre durchgeführt. Bei den dargestellten Substanzen
handelt es sich, falls nichts anderes angegeben wurde, um farblose bis schwach gelbe
Feststoffe.
Die EI- und FAB-Massenspektren wurden auf einem Match 5 Auto-Spec Massenspektrometer
der Firma Varian aufgenommen. M.A.L.D.I.-Spektren wurden mit dem Gerät VOYAGER DE
der Firma RP Biospectrometry gemessen.
Kernresonanzspektren wurden (soweit nicht anders erwähnt bei Raumtemperatur) mit den
Geräten DPX200 (200 MHz), DRX400 (400 MHz) bzw. DRX600 (600 MHz) der Firoa
Bruker aufgenommen. Die chemischen Verschiebungen beziehen sich dabei auf DMSO-d6
(2.49 ppm) bzw. CDCl3 (7.24 ppm) als interner Standard. und sind als δ-Werte in ppm relativ
zu TMS (0.0 ppm) angegeben. Zur Charakterisierung der Aufspaltungsmuster wird der
übliche Abkürzungscode verwendet: s = Singulett, d = Dublett, t = Triplett, q = Quartett; m =
Multiplett, dd = Dublett von Dubletts, dt = Dublett von Tripletts, (br) = breit, (Fk) =
Feinkopplung, etc. Bei 1H-NMR-Spektren von Substanzen mit Cholansäuregerüst wurden nur
charakteristische Signale zugeordnet (i. d. R. Peaks > 2 ppm sowie die Methylgruppen des
Steroidgerüstes).
Analytische
Dünnschichtchromatographie
(DC)
wurde
auf
kieselgelbeschichteten
Aluminiumfolien der Firma Merck (Kieselgel 60 F254, d = 0.25 mm) durchgeführt. Zur
Detektion wurde Molybdatophosphorsäure/Cer(IV)-Sulfat-Lösung [lit] verwendet.
5. Experimenteller Teil
106
Präparative säulenchromatographische Trennungen wurden, soweit nicht anders erwähnt,
unter folgenden Standardbedingungen durchgeführt:
Als Trennsäule diente eine 50 cm lange Glassäule (Ø 1 cm), für die jeweils ca. 40-41 g FlashKieselgel (Silica 32-63 mesh) der Firma ICN verwendet wurden; die Trennung erfolgte unter
geringem Druck, der durch eine herkömmliche Aquariumpumpe der Firma Schego
(Typ M2K 3) erzeugt wurde, mit den jeweils angegebenen Laufmittelgemischen.
Die Röntgenstrukturanalysen erfolgten an einem automatischen Vierkreisdiffraktometer vom
Typ P4 der Firma Siemens (Verbindungen 6b und 21a) bzw. an einem mit Flächendetektor
ausgerüsteten Dreikreisdiffraktometer vom Typ axs CCD 1000 der Firma Bruker (Verbindung
34a) jeweils mit monochromatisierter Mo-Kα-Strahlung.
5. Experimenteller Teil
5.1.2. Abkürzungen
AAV
abs.
Ac
aCN
Ac2O
AcOH
AS
ber.
Boc
Boc2O
Bz
CDMT
CH2Cl2
conc.
DCC
DCHA
DCM
DEPC
DHB
DIEA
DMF
DMSO
EDC
EE
Et2O
EtOH
eq.
Fmoc
ges.
h
HOBt
min
NMM
MeOH
PE
RT
T3P
TBME
TEA
TFA
THF
TMS
verd.
Z
allgemeine Arbeitsvorschrift
absolut
Acetyl
α-Cyano-Zimtsäure (Matrix für MALDI-Experimente)
Essigsäureanhydrid
Essigsäure
Aminosäure
berechnet
tert-ButyloxycarbonylDi-tert-Butyldicarbonat
Benzyl
2-Chlor-4,6-dimethoxy-1,3,5-triazin
Dichlormethan
konzentriert
N,N‘-Dicyclohexylcarbodiimid
Dicyclohexylamin
Dichlormethan
Diethylcyanophosphonat
Dihydroxybenzoesäure (Matrix für MALDI-Experimente)
Diiopropylethylamin
N,N‘-Dimethylformamid
Dimethylsulfoxid
N-(3-Dimethylaminopropyl)-N‘-ethyl-carbodiimid-hydrochlorid
Essigsäureethylester
Diethylether
Ethanol
Äquivalent(e)
9-Fluorenylmethoxycarbonyl
gesättigt
Stunde(n)
1-Hydroxybenzotriazol
Minute(n)
N-Methylmorpholin
Methanol
Petrolether
Raumtemperatur
Propanphosphonsäureanhydrid
tert-Butylmethylether
Triethylamin
Trifluoressigsäure
Tetrahydrofuran
Tetramethylsilan
verdünnt
Benzyloxycarbonyl-
107
5. Experimenteller Teil
108
5.2. Präparative Vorschriften
5.2.1. Darstellung der 3α
α-Aminocholansäuren
5.2.1.1. 3-Oxo-Cholansäuren 6a-c
5.2.1.1.1. 3-Oxo-Lithocholsäure 6a25
20.5 g (54.4 mmol) Lithocholsäure werden in einem Gemisch aus 400 ml Essigsäure und
400 ml Aceton gelöst und die Lösung mit einem Eisbad gekühlt. Unter Rühren wird
anschließend Jones-Reagenz (hergestellt aus 7.00 g (70.0 mmol) CrO3, 7 ml conc. H2SO4 und
20 ml H2O) so zugetropft, daß die Temperatur des Reaktionsgemisches bei 0-5 °C bleibt.
Danach wird noch weitere 30 min bei 0 °C weitergerührt. Überschüssiges Cr(VI) wird durch
Zugabe von 30 ml MeOH und anschließendes 15 min Rühren im Eisbad reduziert. Die
Reaktionsmischung wird dann in einen Scheidetrichter überführt, mit 700 ml Wasser verdünnt
und mit Chloroform (3x 250 ml) extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden mit
ges. NaCl-Lösung (250 ml) und Wasser (250 ml) gewaschen und anschließend am
Rotationsverdampfer eingeengt. Das ölige, noch stark nach Essigsäure riechende Rohprodukt
wird aus MeOH/Wasser auskristallisiert.
Ausbeute: 19.04 g (50.8 mmol; 93.4 % d. Theorie)
HR-MS (FAB):
1
für C24H38O3Na+
397.270500
ber.
397.271865
H-NMR (CDCl3, 200 MHz): 2.67 (dd, 1H, C4-Hax); 2.46-2.11 (2m, 2H, CH2-23); 2.02, 1.96
(2m, 4H, CH2-2 u. CH2-4); 0.99 (s, 3H, CH3-19); 0.91 (d, 3H, CH3-21); 0.66 (s, 3H, CH3-18)
5. Experimenteller Teil
109
5.2.1.1.2. 3-Oxo-Cholsäure 6b und 3-Oxo-Desoxycholsäure 6c
5.2.1.1.2.1. Performyloxylierung26
50 g der Cholansäure (Desoxycholsäure: 127.4 mmol; Cholsäure: 122.4 mmol) werden in
200 ml Ameisensäure gelöst und mit 40 Tropfen HClO4 (70-72 %ig) versetzt. Die Lösung
wird anschließend für 1.5 h bei 55-60 °C gerührt. Danach läßt man auf ca. 40 °C abkühlen
und tropft langsam Ac2O zu, bis eine starke Blasenbildung erkennbar wird; während des
Zutropfens sollte die Temperatur 55-60 °C nicht übersteigen. Das Reaktionsgemisch wird
anschließend auf RT abgekühlt und unter Rühren in 1.5 l Wasser gegossen. Das Präzipitat
wird abgesaugt, in Chloroform aufgenommen (500 ml) und die Chloroformphase einige Male
mit Wasser gewaschen. Anschließend wird die organische Phase am Rotationsverdampfer
eingeengt, wobei das Produkt jeweils in quantitativer Ausbeute (3,12-DiformyloxyDesoxycholsäure 7b: 57.2 g; 3,7,12-Triformyloxy-Cholsäure 7c: 60.3 g) auskristallisiert. Die
performyloxylierten Cholansäuren werden ohne weitere Aufreinigung eingesetzt.
3,12-Diformyloxy-Desoxycholsäure 7b:
HR-MS (FAB):
für C26H40O6Na+
471.271200
ber.
471.272259
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.11 (s, 1H, CH-Formyloxy); 8.01 (d(Fk), 1H, CH-Formyloxy);
5.23 (m, 1H, CH-12); 4.82 (m(br), 1H, CH-3); 2.40-2.33 u. 2.26-2.18 (2m, 2H, CH2-23); 0.91
(s, 3H, CH3-19); 0.82 (d, 3H, CH3-21); 0.73 (s, 3H, CH3-18)
3,7,12-Triformyloxy-Cholsäure 7c:
HR-MS (FAB):
1
für C27H40O8Na+
515.262000
ber.
515.262088
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.14 (s, 1H, CH-Formyloxy); 8.08 (s, 1H, CH-Formyloxy); 8.00
(d(Fk), 1H, CH-Formyloxy); 5.24 (m, 1H, CH-12); 5.05 (m, 1H, CH-7); 4.69 (m(br), 1H,
CH-3); 2.40-2.32 u. 2.26-2.18 (2m, 2H, CH2-23); 0.92 (s, 3H, CH3-19); 0.83 (d, 3H, CH3-21);
0.74 (s, 3H, CH3-18)
5. Experimenteller Teil
110
5.2.1.1.2.2. Selektives Entschützen der Hydroxylgruppe an C325
Die komplette Ausbeute an performyloxylierter Cholansäure aus Versuch 5.2.1.1.2.1. (3,12Diformyloxy-Desoxycholsäure 7b: 57.2 g, 127.4 mmol; 3,7,12-Triformyloxy-Cholsäure 7c:
60.3 g, 122.4 mmol) wird in Aceton (625 ml) gelöst. Unter Rühren wird nun bei RT innerhalb
von 2-2.5 h 0.2M NaOH zugetropft (Herstellung für 3,12-Diformyloxy-Desoxycholsäure:
10.25 g NaOH in 1.30 l Wasser; für 3,7,12-Triformyloxy-Cholsäure: 9,95 g NaOH in 1.25 l
Wasser). Nach weiteren 0.5 h bei RT wird das Reaktionsgemisch in einen Scheidetrichter
überführt, mit 0.5M HCl angesäuert (ca. 500-520 ml) und anschließend mit Chloroform
extrahiert (500 ml, dann 2x 250 ml). Die vereinigten Chloroformextrakte werden 3x mit
Wasser gewaschen (je 250 ml) und anschließend am Rotationsverdampfer eingeengt.
Da die Auswaage für 12-Formyloxy-Desoxycholsäure 8b und 7,12-Diformyloxycholsäure 8c
auch nach sehr intensiver Trocknung noch über 100 % liegt (wahrscheinlich aufgrund
eingeschlossener Chloroformreste), wird hier jeweils von einer quantitativen Ausbeute
ausgegangen. Die Produkte wurden ohne weitere Aufreinigung weiterverwendet.
12-Formyloxy-Desoxycholsäure 8b:
HR-MS (FAB):
für C25H40O5Na+
443.276600
ber.
443.277344
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.09 (s, 1H, CH-Formyloxy); 5.22 (m, 1H, CH-12); 3.60
(m(br), 1H, CH-3); 2.40-2.32 u. 2.25-2.17 (2m, 2H, CH2-23); 0.88 (s, 3H, CH3-19); 0.81 (d,
3H, CH3-21); 0.72 (s, 3H, CH3-18)
7,12-Diformyloxy-Cholsäure 8c:
HR-MS (FAB):
1
für C26H40O7Na+
487.268800
ber.
487.267174
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.12 (s, 1H, CH-Formyloxy); 8.07 (s, 1H, CH-Formyloxy); 5.24
(m, 1H, CH-12); 5.04 (m, 1H, CH-7); 3.48 (m(br), 1H, CH-3); 2.39-2.32 u. 2.25-2.17 (2m,
2H, CH2-23); 0.90 (s, 3H, CH3-19); 0.83 (d, 3H, CH3-21); 0.73 (s, 3H, CH3-18)
5. Experimenteller Teil
111
5.2.1.1.2.3. Oxidation an C325
Die komplette Ausbeute des Produktes aus Versuch 5.2.1.1.2.2. (12-FormyloxyDesoxycholsäure 8b: 127.4 mmol; 7,12-Diformyloxy-Cholsäure 8c: 122.4 mmol) wird in
500 ml Aceton gelöst und mit einem Eisbad gekühlt. Unter Rühren wird nun Jones-Reagenz
(Herstellung für 12-Formyloxy-Desoxycholsäure: 16.25g CrO3 + 45 ml Wasser + 15.0 ml
conc. H2SO4 ; für 7,12-Diformyloxy-Cholsäure: 15.75g CrO3 + 45 ml Wasser + 14.6 ml conc.
H2SO4) so zugetropft, daß die Temperatur des Reaktionsgemisches nicht über 10 °C ansteigt.
Danach wird noch weitere 30 min unter Eiskühlung weitergerührt, anschließend 150 ml
MeOH zugegeben und nochmals für 15 min gerührt. Das Reaktionsgemisch wird dann in
einen Scheidetrichter überführt, mit 1 l Wasser verdünnt und mit Chloroform extrahiert (4x
250 ml). Die vereinigten Chloroformphasen werden mit verd. NaCl-Lösung (2x 250 ml) und
Wasser (1x 250 ml) gewaschen und anschließend am Rotationsverdampfer eingeengt.
Da die Auswaage für 12-Formyloxy-3-oxo-Desoxycholsäure 9b und 7,12-Diformyloxy-3oxo-cholsäure 9c auch nach sehr intensiver Trocknung noch über 100 % liegt (wahrscheinlich
aufgrund eingeschlossener Chloroformreste), wird hier jeweils von einer quantitativen
Ausbeute ausgegangen. Die Produkte werden ohne weitere Aufreinigung weiterverwendet.
12-Formyloxy-3-oxo-Desoxycholsäure 9b:
HR-MS (FAB):
für C25H38O5Na+
441.262100
ber.
441.261694
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.10 (s, 1H, CH-Formyloxy); 5.27 (m, 1H, CH-12); 2.65 (dd,
1H, C4-Hax); 2.40-2.32 u. 2.26-2.18 (2m, 2H, CH2-23); 0.99 (s, 3H, CH3-19); 0.83 (d, 3H,
CH3-21); 0.76 (s, 3H, CH3-18)
7,12-Diformyloxy-3-oxo-Cholsäure 9c:
HR-MS (FAB):
1
für C26H38O8Na+
485.252500
ber.
485.251524
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.13 (s, 1H, CH-Formyloxy); 8.07 (s, 1H, CH-Formyloxy); 5.28
(m, 1H, CH-12); 5.13 (m, 1H, CH-7); 2.98 (dd, 1H, C4-Hax); 2.40-2.32 (m, 1H, 1CH2-23);
1.02 (s, 3H, CH3-19); 0.84 (d, 3H, CH3-21); 0.78 (s, 3H, CH3-18)
5. Experimenteller Teil
112
5.2.1.1.2.3. Entschützen der übrigen Hydroxylgruppen25
Die Formyloxygeschützte 3-Oxo-Cholansäure (komplette Ausbeute aus Versuch 5.2.1.1.2.2.;
12-Formyloxy-3-oxo-Desoxycholsäure 9b: 127.4 mmol; 7,12-Diformyloxy-3-oxo-cholsäure
9c: 122.4 mmol) wird in 1.25 l 0.5M NaOH gelöst und für 15-20 min unter Rühren im heißen
Wasserbad erhitzt. Danach rührt man noch 30-45 min bei RT. Nach Überführen des
Reaktionsgemisches in einen Scheidetrichter wird mit 1M HCl angesäuert (ca. 625 ml) und
mit Chloroform extrahiert (500 ml, 2x 250 ml). Die vereinigten organischen Phasen werden
mit NaHCO3 verd. (300 ml) und Wasser (250 ml) gewaschen. Anschließend wird das
Lösungsmittel am Rotationsverdampfer entfernt, wobei die jeweilige 3-Oxo-Cholansäure
vollständig auskristallisiert.
Da die Auswaage für 3-Oxo-Desoxycholsäure 6b (51.02 g, 102.5 %) und 3-Oxo-Cholsäure 6c
(49.96 g, 100.4 %) auch nach sehr intensiver Trocknung noch über 100 % liegt
(wahrscheinlich aufgrund eingeschlossener Chloroformreste), wird hier jeweils von einer
quantitativen Ausbeute ausgegangen. Die Produkte werden ohne weitere Aufreinigung
weiterverwendet.
3-Oxo-Desoxycholsäure 6b:
Die Kristallstrukturdaten sind in Anhang A aufgeführt.
HR-MS (EI):
für C24H38O4
390.276400
ber.
390.277010
1
H-NMR (CDCl3, 600 MHz): 4.03 (m, 1H, CH-12); 2.70 (dd, 1H, C4-Hax); 2.39 u. 2.27 (2m,
2H, CH2-23); 0.99 (s, 3H, CH3-19); 0.98 (d, 3H, CH3-21); 0.71 (s, 3H, CH3-18)
3-Oxo-Cholsäure 6c:
HR-MS (FAB):
1
für C24H38O5Na+
429.261600
ber.
429.261694
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 4.02 (m, 1H, CH-12); 3.90 (m, 1H, CH-7); 3.36 (dd, 1H,
C4-Hax); 0.97 (s, 3H, CH3-19); 0.97 (d, 3H, CH3-21); 0.71 (s, 3H, CH3-18)
5. Experimenteller Teil
113
5.2.1.2. Cholansäure-3-oxime 10a-c (Allgemeine Vorschrift)23
50.0 mmol der 3-Oxo-Cholansäure werden in 175 ml MeOH gelöst. Nach Zugabe von 8.46 g
NH2OH·HCl (120 mmol) und 16.53 g NaOAc wasserfrei (200 mmol) wird das
Reaktionsgemisch unter Rühren für 2.5 h refluxiert, danach mit 200 ml MeOH verdünnt und
in einen Scheidetrichter überführt. Man versetzt nun mit 400 ml Wasser und extrahiert mit
Chloroform (500 ml, dann 2x 250 ml). Die vereinigten organischen Phasen werden mit
Wasser (2x 200 ml) gewaschen und anschließend am Rotationsverdampfer eingeengt. Das
Rohprodukt kann durch Umkristallisation gereinigt werden.
Lithocholsäure-3-oxim 10a:
Ansatzgröße: 19.04 g (50.8 mmol) 3-Oxo-Lithocholsäure 6a
Das Rohprodukt wird aus MeOH/TBME umkristallisiert.
Ausbeute: 18.29 g (46.9 mmol, 92.4 % der Theorie)
HR-MS (EI):
für C24H40NO3+
390.300500
ber.
390.300820
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 11.89 (s(br), 1H, COOH); 10.02 (s, 1H, N=OH); 2.76 (dd,
1H, CHeq-4); 2.26-2.18 u. 2.13-2.07 (2m, 2H, CH2-23); 0.91 (s, 3H, CH3-19); 0.87 (d, 3H,
CH3-21); 0.62 (s, 3H, CH3-18)
Desoxycholsäure-3-oxim 10b:
Ansatzgröße: 127.4 mmol 3-Oxo-Desoxycholsäure 6b (Ausbeute aus 5.2.1.1.2.3.)
Das Rohprodukt wird aus MeOH/TBME umkristallisiert.
Ausbeute: 42.75 g (105.4 mmol, 82.7 % der Theorie)
HR-MS (FAB):
1
für C24H39NO4+
405.288600
ber.
405.287909
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 11.88 (s(br), 1H, COOH); 10.01 (s, 1H, N=OH); 4.14 (d,
1H, C12-OH); 3.79 (m, 1H, CH-12); 2.76 (dd, 1H, CHeq-4); 2.25-2.18 u. 2.13-2.04 (2m, 2H,
CH2-23); 0.91 (d, 3H, CH3-21); 0.89 (s, 3H, CH3-19); 0.61 (s, 3H, CH3-18)
5. Experimenteller Teil
114
Cholsäure-3-oxim 10c:
Ansatzgröße: 122.4 mmol 3-Oxo-Cholsäure 6c
Das Rohprodukt wird aus MeOH/TBME umkristallisiert.
Ausbeute: 38.42 g (91.1 mmol, 74.4 % der Theorie)
HR-MS (FAB):
für C25H40NO5+
422.291900
ber.
422.290649
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 11.88 (s(br), 1H, COOH); 9.85 (s, 1H, N=OH); 4.18 (d, 1H,
C7-OH); 4.10 (d, 1H, C12-OH); 3.79 (m, 1H, CH-12); 3.65 (m, 1H, CH-7); 2.84 (dd, 1H,
CHeq-4); 2.73 (dd, 1H, CHax-4); 0.92 (d, 3H, CH3-21); 0.86 (s, 3H, CH3-19); 0.60 (s, 3H,
CH3-18)
5.2.1.3. 3α
α-Aminocholansäuren (Allgemeine Vorschrift)23, 24
50.0 mmol Cholansäure-3-oxim 10a-c werden unter Erhitzen in 1.2 l Isoamylalkohol gelöst.
Zu dem refluxierenden Reaktionsgemisch werden unter starkem Rühren nach und nach 61 g
Natrium in kleinen Stücken gegeben. Es werden noch 250 ml Amylalkohol zugegeben und
man läßt dann auf RT abkühlen. Das Reaktionsgemisch wird in einen Scheidetrichter
überführt und mit 3.0 l Et2O verdünnt. Man extrahiert die Organische Phase mit kleinen
Portionen Wasser (jeweils 50-150 ml), bis das Waschwasser neutral reagiert (Die
Gesamtmenge an Wasser sollte so gering wie möglich gehalten werden und 1-2 l nicht
überschreiten). Die vereinigten wäßrigen Phasen werden dann mit 2M H2SO4 neutralisiert,
wobei die Aminocholansäure präzipitiert (Zur Beachtung: 3α-Aminodesoxycholsäure 5b
präzipitiert bereits bei einem pH-Wert von etwa 9-11 und geht bei weiterer Säurezugabe
wieder in Lösung). Das Präzipitat wird abgesaugt und mehrmals mit Wasser, dann mit Aceton
gewaschen. Zur Reinigung wird das Präzipitat mit einer großen Menge Methanol nach und
nach aus der Fritte gelöst. Beim Einengen auf ca. 200 ml fällt die jeweilige Aminocholansäure
als sehr feiner weißer Niederschlag aus, der abgesaugt, mit wenig Aceton gewaschen und
getrocknet wird.
5. Experimenteller Teil
115
3α-Aminolithocholsäure 5a:
Ansatzgröße: 18.20 g (46.7 mmol) Lithocholsäure-3-oxim 10a
Ausbeute: 12.18 g (32.4 mmol, 69.4 % der Theorie)
HR-MS (FAB):
für C24H41NO2+
375.313600
ber.
375.313730
H-NMR (als TFA-Salz, DMSO-d6, 400 MHz): 7.76 (m(br), 3H, NH3+); 2.99 (m(br), 1H,
CHβ-3); 2.25-2.18 (m, 1H, 1CH2-23); 2.13-2.05 (m, 1H, 1CH2-23); 0.89 (s, 3H, CH3-19);
0.86 (d, 3H, CH3-21); 0.61 (s, 3H, CH3-18)
1
3α-Aminodesoxycholsäure 5b:
Ansatzgröße: 21.00 g (51.8 mmol) Desoxycholsäure-3-oxim 10b
Ausbeute: 14.66 g (37.5 mmol, 72.4 % der Theorie)
HR-MS (FAB):
für C24H42NO3+
392.314600
ber.
392.316470
H-NMR (als TFA-Salz, DMSO-d6, 400 MHz): 7.76 (m(br), 3H, NH3+); 3.81 (m, 1H, CH-12);
2.97 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.25-2.17 (m, 1H, 1CH2-23); 2.13-2.05 (m, 1H, 1CH2-23); 0.91 (d,
3H, CH3-21); 0.87 (s, 3H, CH3-19); 0.60 (s, 3H, CH3-18)
1
3α-Aminocholsäure 5c:
Ansatzgröße: 19.00 g (45.1 mmol) 3-Oxo-Cholsäure 10c
Ausbeute: 10.96 g (26.9 mmol, 59.6 % der Theorie)
HR-MS (FAB):
für C24H42NO4+
408.310000
ber.
408.311384
H-NMR (als TFA-Salz, DMSO-d6, 400 MHz): 7.75 (m(br), 3H, NH3+); 3.80 (m, 1H, CH-12);
3.63 (m, 1H, CH-7); 2.78 (m(br), 1H, CHβ-3); 0.92 (d, 3H, CH3-21); 0.85 (s, 3H, CH3-19);
0.59 (s, 3H, CH3-18)
1
5. Experimenteller Teil
116
5.2.2. Peptidsynthesen mit Aminocholansäure-Bausteinen
5.2.2.1. Allgemeine Arbeitsvorschriften (AAV)
5.2.2.1.1. AAV I: Darstellung von Methylesterhydrochloriden50
20 mmol der Säurekomponente werden in 200 ml MeOH suspendiert und auf 0 °C abgekühlt.
Unter Rühren werden nun 4 ml Thionylchlorid zugetropft und das Reaktionsgemisch
anschließend für 2-3 h unter Reflux zum Sieden erhitzt. Das Reaktionsgemisch wird dann
über Nacht bei RT weitergerührt und anschließend im Vakuum eingeengt. Überschüssiges
Thionylchlorid wird entfernt, indem der Rückstand einige Male in Methanol aufgenommen
und wieder einrotiert wird.
5.2.2.1.2. AAV II: Verseifung von Methylestern
1 mmol des Methylesters wird in 60 ml MeOH gelöst und unter Rühren mit 5 ml 1M KOH
versetzt (Falls der Methylester sich nicht vollständig löst oder nach Zugabe der 1M KOH
ausfällt, kann er durch Zugabe geringer Mengen THF in Lösung gebracht werden). Es wird
2 Tage bei RT gerührt und das Lösungsmittel anschließend im Vakuum entfernt. Der
Rückstand wird in Wasser aufgenommen und bis zur vollständigen Auflösung mit THF
versetzt. Anschließend säuert man mit 1M HCl an und extrahiert (je nach Löslichkeit der
freien Säure) mit EE (150 ml, dann 50 ml) oder CHCl3 (150 ml, dann 50 ml). Die vereinigten
organischen Phasen werden mit Wasser und ges. NaCl gewaschen, über Natriumsulfat
getrocknet und einrotiert.
Anmerkung: Diese Vorschrift ist optimiert für Pseudopeptide, deren Carboxyterminus eine
Methylestergeschützte Aminocholansäure ist. Eine Zugabe geringerer Mengen KOH führt bei
diesen Systemen trotz langer Reaktionszeiten oft nicht zu einer vollständigen Verseifung. Für
andere Systeme sollte bei dieser Vorschrift zunächst mit 1.1 Moläquivalenten KOH und
kürzeren Reaktionszeiten (ca. 5 h) gearbeitet werden.
5. Experimenteller Teil
117
5.2.2.1.3. AAV III: Einführung der N-terminalen Boc-Schutzgruppe51
10 mmol der Aminokomponente und 0.84 g (10 mmol) NaHCO3 werden in 10 ml Wasser
suspendiert. Unter Rühren gibt man eine Lösung von 2.40 g (11 mmol) Boc2O in 20 ml
Dioxan zu. Das Reaktionsgemisch wird über Nacht bei RT gerührt, anschließend unter
Eiskühlung mit 1M HCl angesäuert und mit EE (3x 100 ml) extrahiert. Die vereinigten
organischen Phasen werden je einmal mit verd. NaHCO3 und Wasser gewaschen, über
Natriumsulfat getrocknet und anschließend eingeengt.
5.2.2.1.4. AAV IV: Abspaltung der Boc-Schutzgruppe mit TFA52
Das Boc-geschützte (Pseudo-)Peptid (0.25 mmol) wird in 15 ml CH2Cl2 gelöst und unter
Rühren mit 7.5 ml TFA versetzt. Es wird für 1-24 h bei RT gerührt (Bei Vorhandensein
anderer säurelabiler Schutzgruppen wie z.B. der Z-Schutzgruppe wird für 30 min bei 0°C
gerührt) und das Lösungsmittel anschließend im Vakuum entfernt. TFA-Reste werden durch
mehrmaliges Aufnehmen des Rückstandes in CH2Cl2 und anschließendes Einrotieren entfernt.
Das Produkt kann dann ohne weitere Aufarbeitung direkt weiterverwendet werden.
5.2.2.1.5. AAV V: DEPC-Peptidkopplung53
Zu einer Lösung von 1 mmol Aminokomponente und 1 mmol Carbonsäure-Komponente in
12 ml DMF werden unter Rühren bei -15 °C 1 ml TEA gegeben und anschließend 0.5 ml
DEPC, gelöst in weiteren 0.5 ml TEA, zugetropft. Das Reaktionsgemisch wird 2 Tage bei RT
gerührt. Die Lösung wird mit Wasser versetzt bis zur vollständigen Präzipitation des
Kopplungsproduktes, welches anschließend abfiltriert und mit einigen Portionen Wasser
gewaschen wird. Das Produkt wird in EE (30-50 ml) aufgenommen und die organische
Lösung nacheinander mit 5%iger KHSO4-Lösung, ges. NaHCO3-Lösung und ges. NaClLösung gewaschen. Nach Trocknung der organischen Phase mit Na2SO4 wird das
Lösungsmittel im Vakuum verdampft.
5. Experimenteller Teil
118
5.2.2.1.6. AAV VI: EDC-Peptidkopplung54
Zu einer Lösung von 1 mmol Aminokomponente und 1 mmol Carbonsäure-Komponente in
30 ml CH2Cl2 werden unter Rühren zunächst 1 ml TEA und anschließend 287 mg EDC und
203 mg HOBt (je 1.5 mmol) zugegeben. Das Reaktionsgemisch wird 2 Tage bei RT gerührt
und dann in EE (100 ml) aufgenommen. Die organische Lösung wird nacheinander mit
5%iger KHSO4-Lösung, ges. NaHCO3-Lösung und ges. NaCl-Lösung gewaschen. Nach
Trocknung der organischen Phase mit Na2SO4 wird das Lösungsmittel im Vakuum verdampft.
5.2.2.1.7. AAV VII: (Oligo-)Cyclisierungsreaktion28
1 mmol der zu cyclisierenden, Boc-geschützten Peptidkomponente wird in 10 ml CH2Cl2
gelöst und mit 1.5 mmol Pentafluorphenol versetzt. Nach Abkühlen auf -20 °C wird unter
Rühren eine Lösung von 1.25 mmol DCC in 5 ml CH2Cl2 zugetropft. Das Reaktionsgemisch
wird über Nacht bei RT gerührt, wonach der ausgefallene Dicyclohexylharnstoff abfiltriert
wird. Das Filtrat wird bei 0 °C mit 10 ml TFA versetzt und 1h gerührt, wonach die Lösung
einrotiert wird. Zur Entfernung von TFA-Resten wird der Rückstand einige Male in CH2Cl2
aufgenommen und jeweils wieder einrotiert. Anschließend löst man den Rückstand in 10 ml
CH2Cl2 und gibt die Lösung in 240 ml CHCl3. Unter heftigem Rühren wird die organische
Lösung nun mit 50 ml 1M NaHCO3-Lösung versetzt und für 3-5 Tage bei RT weitergerührt.
Anschließend werden die Phasen getrennt und die organische Phase nacheinander mit 0.1M
NaOH, 5%iger KHSO4-Lösung, ges. NaHCO3-Lösung und ges. NaCl-Lösung gewaschen.
Nach Trocknung (Na2SO4) wird die organische Phase einrotiert. Der Rückstand wird
anschließend säulenchromatographisch gereinigt.
5. Experimenteller Teil
119
5.2.2.2. Darstellung der Boc-geschützten 3α
α-Aminocholansäuren nach AAV III
5.2.2.2.1. 3α
α-(t-Butyloxycarbonylamino)-Lithocholsäure 11a
Ansatzgröße: 2.00 g (5.32 mmol) 3α-Aminolithocholsäure 5a
Ausbeute: 1.52 g (3.20 mmol, 60.2 % der Theorie)
HR-MS (FAB):
für C29H49NO4Na+
498.356000
ber.
498.355929
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 4.42 ((br), 1H, Boc-NH); 3.39 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.41-2.34 u.
2.28-2.20 (2m, 2H, CH2-23); 1.42 (s, 9H, Boc-(CH3)3); 0.91 (d, 3H, CH3-21); 0.90 (s, 3H,
CH3-19); 0.63 (s, 3H, CH3-18)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 12.09 ((br), 1H, COOH); 6.56 (d, 1H, Boc-NH); 3.19
(m(br), 1H, CHβ-3); 2.24-2.17 u. 2.11-2.03 (2m, 2H, CH2-23); 1.35 (s, 9H, Boc-(CH3)3); 0.88
(s, 3H, CH3-19); 0.86 (d, 3H, CH3-21); 0.60 (s, 3H, CH3-18)
5.2.2.2.2. 3α
α-(t-Butyloxycarbonylamino)-Desoxycholsäure 11b
Ansatzgröße: 2.50 g (6.38 mmol) 3α-Aminodesoxycholsäure 5b
Ausbeute: 2.15 g (4.37 mmol, 68.4 % der Theorie)
HR-MS (FAB):
1
für C29H49NO5Na+
514.350500
ber.
514.350844
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 4.46 ((br), 1H, Boc-NH); 3.97 (m, 1H, CH-12); 3.39 (m(br),
1H, CHβ-3); 2.43-2.35 u. 2.29-2.21 (2m, 2H, CH2-23); 1.42 (s, 9H, Boc-(CH3)3); 0.96 (d, 3H,
CH3-21); 0.89 (s, 3H, CH3-19); 0.66 (s, 3H, CH3-18)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 11.86 ((br), 1H, COOH); 6.65 (d, 1H, Boc-NH); 4.11 (d,
1H, OH-12); 3.78 (m, 1H, CH-12); 3.17 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.25-2.17 u. 2.11-2.05 (2m, 2H,
CH2-23); 1.35 (s, 9H, Boc-(CH3)3); 0.90 (s, 3H, CH3-19); 0.85 (d, 3H, CH3-21); 0.59 (s, 3H,
CH3-18)
5. Experimenteller Teil
120
5.2.2.2.3. 3α
α-(t-Butyloxycarbonylamino)-cholsäure 11c
Ansatzgröße: 3.00 g (7.36 mmol) 3α-Aminocholsäure 5c
Ausbeute: 2.44 g (4.81 mmol, 65.3 % der Theorie)
HR-MS (FAB):
für C29H49NO6Na+
530.347200
ber.
530.345759
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 4.50 ((br), 1H, Boc-NH); 3.97 (m, 1H, CH-12); 3.83 (m, 1H,
CH-7); 3.26 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.43-2.35 u. 2.29-2.22 (2m, 2H, CH2-23); 1.41 (s, 9H, Boc(CH3)3); 0.98 (d, 3H, CH3-21); 0.88 (s, 3H, CH3-19); 0.68 (s, 3H, CH3-18)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 11.86 ((br), 1H, COOH); 6.62 (d, 1H, Boc-NH); 4.04 (d,
1H, OH-12); 3.97 (d, 1H, OH-7); 3.77 (m, 1H, CH-12); 3.60 (m, 1H, CH-7); 3.00 (m(br), 1H,
CHβ-3); 2.25-2.05 (2m, 2H, CH2-23); 1.35 (s, 9H, Boc-(CH3)3); 0.91 (s, 3H, CH3-19); 0.82
(d, 3H, CH3-21); 0.58 (s, 3H, CH3-18)
5.2.2.3. Darstellung der 3α
α-Aminocholansäuremethylester-Hydrochloride nach AAV I
5.2.2.3.1. 3α
α-Aminolithocholsäuremethylester-hydrochlorid 12a
Ansatzgröße: 5.00 g (13.31 mmol) 3α-Aminolithocholsäure 5a
Ausbeute: 4.65 g (10.91 mmol, 82.0 % der Theorie)
HR-MS (FAB):
für C25H44NO2+
390.334700
ber.
390.337205
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.21 (m(br), 3H, NH3+); 3.64 (s, 3H, COOCH3); 3.17 (m(br),
1H, CHβ-3); 2.37-2.29 u. 2.23-2.15 (2m, 2H, CH2-23); 0.92 (s, 3H, CH3-19); 0.89 (d, 3H,
CH3-21); 0.62 (s, 3H, CH3-18)
1
5. Experimenteller Teil
121
5.2.2.3.2. 3α
α-Aminodesoxycholsäuremethylester-hydrochlorid 12b
Ansatzgröße: 12.00 g (30.65 mmol) 3α-Aminodesoxycholsäure 5b
Ausbeute: 11.04 g (24.97 mmol, 81.5 % der Theorie)
MS (EI, m/e):
405 (M+, 16 %); 390 (21 %); 370 (15 %); 355 (8 %); 331 (16 %); 316
(10 %); 255 (26 %); 82 (51 %); 69 (34 %); 56 (100 %); 36 (51 %)
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.06 (m(br), 3H, NH3+); 3.92 (m, 1H, CH-12); 3.63 (s, 3H,
COOCH3); 3.24 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.39-2.31 u. 2.27-2.16 (2m, 2H, CH2-23); 0.94 (d, 3H,
CH3-21); 0.90 (s, 3H, CH3-19); 0.64 (s, 3H, CH3-18)
1
5.2.2.3.3. 3α
α-Aminocholsäuremethylester-hydrochlorid 12c
Ansatzgröße: 9.00 g (22.08 mmol) 3α-Aminocholsäure 5c
Ausbeute: 8.69 g (18.97 mmol, 85.9 % der Theorie)
MS (EI, m/e):
421 (M+, 28 %); 406 (64 %); 353 (9 %); 314 (7 %); 253 (25 %); 140
(18 %); 98 (52 %); 82 (51 %); 70 (24 %); 56 (61 %); 36 (100 %)
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 7.85 (m(br), 3H, NH3+); 3.97 (m, 1H, CH-12); 3.84 (m, 1H,
CH-7); 3.63 (s, 3H, COOCH3); 3.13 (m(br), 1H, CHβ-3); 0.95 (d, 3H, CH3-21); 0.89 (s, 3H,
CH3-19); 0.64 (s, 3H, CH3-18)
1
5.2.2.4. Lineare Pseudopeptide (bzw. Oligoamide) aus Aminocholansäurebausteinen
Bei Pseudopeptiden mit mehr als zwei Kettengliedern wird aus Übersichtlichkeitsgründen auf
die Nennung eines systematischen Namens nach der IUPAC-Nomenklatur verzichtet und
stattdessen wie bei echten Peptiden üblich die Sequenz im Dreibuchstabencode mit
aminoterminaler und carboxyterminaler Schutzgruppe (sofern vorhanden, sonst -NH2 bzw.
-OH) dargestellt. Die Abkürzungen, soweit es sich um Aminocholansäuren handelt, bedeuten
im Einzelnen: LCS = 3α-Aminolithocholsäure-Baustein, DCS = 3α-AminodesoxycholsäureBaustein, CHS = 3α-Aminocholsäure-Baustein. Für natürliche Aminosäuren wurde der
übliche Dreibuchstabencode verwendet.
5. Experimenteller Teil
122
5.2.2.4.1. Oligopeptide mit 3α
α-Aminolithocholsäure
5.2.2.4.1.1. N‘-(N-[t-Butyloxycarbonyl-3α
α-amino]-Lithocholyl-3α
α‘-amino)-Lithocholsäuremethylester (Boc-LCS-LCS-OMe) 13a; DEPC-Kopplung nach AAV V
Ansatzgröße: 476 mg (1 mmol) Boc-LCS-OH 11a;
426 mg (1 mmol) HCl·H2N-LCS-OMe 12a
Das bräunliche Rohprodukt (ca. 850 mg) wurde aus TBME/Hexan umkristallisiert, woraufhin
das reine Produkt als farbloser Feststoff abgesaugt werden konnte. Die Mutterlauge enthielt
noch größere Mengen Produkt, jedoch konnte dieses durch die gewählte Aufarbeitung nicht
weiter isoliert werden. Auf eine säulenchromatographische Trennung wurde aufgrund der
Empfindlichkeit der Boc-Schutzgruppe verzichtet.
Ausbeute nach Umkristallisation: 605 mg (0.712 mmol, 71.2 % der Theorie)
HR-MS (FAB):
1
für C54H90N2O5Na+
869.675500
ber.
869.674745
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.51 (m(br), 1H, Amid-NH); 4.37 (m(br), 1H, Boc-NH); 3.76
(m(br), 1H, CHβ-3 Amid); 3.64 (s, 3H, OCH3); 3.39 (m(br), 1H, CHβ-3 Boc); 2.36-2.07 (3m,
4H, CH2-23 u. CH2-23‘); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.90 (2d, 6H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.90
(2s, 6H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.63 u. 0.62 (2s, 6H, CH3-18 u. CH3-18‘)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.54 (d, 1H, Amid-NH); 6.56 (d, 1H, Boc-NH); 3.56 (s, 3H,
OCH3); 3.51 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid)); 3.20 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.36-1.89 (4m,
4H, CH2-23 u. CH2-23‘); 1.36 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.88 (2d, 6H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.88
(2s, 6H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.61 u. 0.60 (2s, 6H, CH3-18 u. CH3-18‘)
5. Experimenteller Teil
123
5.2.2.4.1.2. N‘-(N-[t-Butyloxycarbonyl-3α
α-amino]-Lithocholyl-3α
α‘-amino)-Lithocholsäure (Boc-LCS-LCS-OH) 13b; Esterverseifung nach AAV II
Ansatzgröße: 300 mg (0,354 mmol) Boc-LCS-LCS-OMe 13a
Ausbeute: 293 mg (0.351 mmol, 99.2 % der Theorie)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 12.04 (s(br), 1H, COOH); 7.55 (d, 1H, Amid-NH); 6.56 (d,
1H, Boc-NH); 3.51 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid)); 3.21 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.24-1.89
(3m, 4H, CH2-23 u. CH2-23‘); 1.36 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.88 (2d, 6H, CH3-21 u. CH3-21‘);
0.88 (2s, 6H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.61 u. 0.60 (2s, 6H, CH3-18 u. CH3-18‘)
Da das NMR-Spektrum eindeutig war und kein Methylester-Signal mehr zeigte, wurde in
diesem Fall auf eine massenspektrometrische Analyse verzichtet.
5.2.2.4.1.3. N‘-(3α
α-amino-Lithocholyl-3α
α‘-amino)-Lithocholsäure-Methylester, TFA-Salz
(TFA·H2N-LCS-LCS-OMe) 13c; Boc-Abspaltung nach AAV IV
Ansatzgröße: 300 mg (0,354 mmol) Boc-LCS-LCS-OMe 13a
Ausbeute: nicht exakt bestimmt (als quantitativ angenommen); das NMR-reine Produkt wurde
nach der Darstellung direkt weiterverwendet.
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.67 (m, 3H, NH3+); 7.54 (d, 1H, Amid-NH); 3.57 (s, 3H,
OCH3); 3.49 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid)); 2.99 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.24-1.85 (4m, 4H,
CH2-23 u. CH2-23‘); 1.36 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.90 u. 0.89 (2s, 6H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.86
(2d, 6H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.61 (2s, 6H, CH3-18 u. CH3-18‘)
Da das NMR-Spektrum eindeutig war und keine Boc-typischen-Signale mehr zeigte, wurde in
diesem Fall auf eine massenspektrometrische Analyse verzichtet.
1
5. Experimenteller Teil
124
5.2.2.4.1.4. (Boc-LCS-LCS-LCS-LCS-OMe) 14a; DEPC-Kopplung nach AAV V
Ansatzgröße: 290 mg (0.348 mmol) Boc-LCS-LCS-OH 13b; ca. 0.35 mmol (komplette
Ausbeute aus 5.2.2.4.1.4.) TFA·H2N-LCS-LCS-OMe 13c
Das noch stark verunreinigte rote Rohprodukt wurde in DCM aufgenommen, bis zum Beginn
einer leichten Ausfällung mit Hexan versetzt und anschließend einrotiert. Der Rückstand
wurde dann in MeOH aufgenommen, wobei sich die Verunreinigungen vollständig lösten, das
Produkt jedoch nur zu einem geringen Anteil. Der farblose Feststoff wurde abgesaugt und mit
wenig kaltem MeOH gewaschen.
Ausbeute (isoliert): 355 mg (0.227 mmol, 65.3 % der Theorie)
Die tatsächliche Ausbeute liegt höher, jedoch konnte durch die gewählte Aufarbeitung nicht
mehr Produkt isoliert werden - die in der Mutterlauge verbliebenen Produktreste waren noch
stark mit DEPC-Resten bzw. deren Abbauprodukten verunreinigt. Aufgrund der Empfindlichkeit der Boc-Schutzgruppe wurde auf eine säulenchromatographische Trennung des Mutterlaugenrückstandes verzichtet.
MS (FAB, m/e): 1585.8 (M+ + Na, 8 %); 1562.8 (M+, 3 %); 1462.2 (M+ - Boc 67 %);
1102.8 (5 %); 745.4 (5 %); 358.2 (10 %); 215.1 (12 %); 154.0 (55 %);
107.0 (77 %); 36.0 (100 %)
Das MALDI-Spektrum (aufgenommen in DHB-Matrix) zeigt analog zum FAB-Spektrum
einen Peak bei M+ + Na, M+ (sehr klein) und bei M+ - Boc. Weitere signifikante Peaks
konnten hier nicht gefunden werden.
1
H-NMR (silberstab. CDCl3, 400 MHz): 5.23 (d, 3H, 3 x Amid-NH); 4.38 (m(br), 1H, BocNH); 3.75 (m(br), 3H, 3 x CHβ-3 Amid); 3.64 (s, 3H, OCH3); 3.39 (m(br), 1H, CHβ-3 Boc);
2.37-2.29 u. 2.23-2.15 (2m, 2H, CH2-23 an COOMe); 2.22-2.14 u. 2.03-1.95 (2m, 3 x 2H,
3 x CH2-23 an CONH); 1.41 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.89 (4d, 4 x 3H, 4 x CH3-21); 0.89 (4s,
4 x 3H, 4 x CH3-19); 0.62 u. 0.61 (3s + 1s, 4 x 3H, 4 x CH3-18)
1
H-NMR (DMSO-d6/CDCl3 ca. 2:1, schlecht gelöst, 400 MHz): 7.43 (d, 3 x 1H, Amid-NH);
6.34 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.53 (m(br), 3 x 1H, 3 x CHβ-3 (Amid)); 3.19
(m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.90-0.85 (8 x 3H, 4 x CH3-21 u.
4 x CH3-19); 0.60 u. 0.59 (4s, 4 x 3H, CH3-18)
5. Experimenteller Teil
125
5.2.2.4.2. Oligopeptide mit 3α
α-Aminodesoxycholsäure
5.2.2.4.2.1. N‘-(N-[t-Butyloxycarbonyl-3α
α-amino]-Desoxycholyl-3α
α‘-amino)-Desoxycholsäure-methylester (Boc-DCS-DCS-OMe) 15a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 985 mg (2.0 mmol) Boc-DCS-OH 11b;
885 mg (2.0 mmol) HCl·H2N-DCS-OMe 12b
Das Rohprodukt wurde aus TBME/Hexan umkristallisiert.
Ausbeute: 1.649 g (1.875 mmol, 93.8 % der Theorie), farbloses Pulver
MS (FAB, m/e): 901.6 (M+ + Na, 19 %); 878.6 (M+, 3 %); 823.5 (5 %); 779.5 (M+ - Boc,
8 %); 761.5 (11 %); 743.5 (25 %); 255.2 (11 %); 175.5 (14 %); 119.1
(28 %); 55.0 (100 %)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.62 (d, 1H, Amid-NH); 6.64 (d, 1H, Boc-NH); 4.17 (d, 1H,
C12-OH (Aminoterminaler Baustein)); 4.09 (d, 1H, C12‘-OH (Carboxyterminaler Baustein));
3.78 (2m, 2 x 1H, CH-12); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.48 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid)); 3.17
(m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.35-2.27 u. 2.23-2.15 (2m, 2H, CH2-23‘ an COOMe); 2.07-1.99
u. 1.93-1.87 (2m, 2H, CH2-23 an CONH); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.90 (2d, 2 x 3H, CH3-21
u. CH3-21‘); 0.86 u. 0.85 (2s, 2 x 3H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.59 u. 0.58 (2s, 2 x 3H, CH3-18 u.
CH3-18‘)
5.2.2.4.2.2. N‘-(3α
α-amino-Desoxycholyl-3α
α‘-amino)-Desoxycholsäure-Methylester,
TFA-Salz (TFA·H2N-DCS-DCS-OMe) 15c; Boc-Abspaltung nach AAV IV
Ansatzgröße: 1.60 g (1.82 mmol) Boc-DCS-DCS-OMe 15a
Ausbeute: nicht exakt bestimmt (als quantitativ angenommen); das Produkt wurde nach der
Darstellung ohne weitere Analysen direkt weiterverwendet.
5. Experimenteller Teil
126
5.2.2.4.2.3. (Boc-DCS-DCS-DCS-OMe) 16a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 895 mg (1.820 mmol) Boc-DCS-OH 11b; ca. 1.82 mmol (komplette Ausbeute
aus 5.2.2.4.2.2.) TFA·H2N-DCS-DCS-OMe 15c
Das Produkt wurde mit Hexan aus TBME ausgefällt.
Ausbeute (isoliert): 2.233 g (1.78 mmol, 97.8 % der Theorie)
Die Auswertung von NMR- und Massensspektren ergab, dass das Produkt zum Teil einfach
oder zweifach mit Trifluoressigsäure verestert war. Der Versuch einer Reinigung einer
kleinen Probe des Produkts durch kurzes Rühren mit feuchtem K2CO3 in MeOH misslang
jedoch, da hierbei zum Teil auch der Methylester verseift wurde. Da als nächster Schritt
ohnehin eine Verseifung folgte, wurde zur Vermeidung von Ausbeuteverlusten auf weitere
Reinigungsversuche verzichtet und das z.T. TFA-veresterte Produkt direkt weiterverwendet.
MS (FAB, m/e): 1466.9 (M(OTf)2+ + Na, 1 %); 1371.6 (M(OTf)+ + Na, 5 %); 1344.6
(M(OTf)2+ - Boc, 4 %); 1274.7 (M+ + Na, 7 %); 1248.7 (M(OTf)+ - Boc,
15 %); 1152.8 (M+ - Boc, 20 %); 743.4 (3 %); 657.3 (3 %); 470.2 (3 %);
371.2 (5 %); 107.0 (70 %); 57.0 (100 %)
Das MALDI-Spektrum (aufgenommen in DHB-Matrix) zeigt analog zum FAB-Spektrum
einen Peak bei M(OTf)2+ (sehr klein), M(OTf)+ + Na, M+ + Na, M(OTf)+ (sehr klein),
M+ + Na, M+ und M+ - Boc.
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.62 (2d, 2 x 1H, Amid-NH); 7.55 (d, Amid-NH der TFAEster); 6.64 (d, 1H, Boc-NH); 5.31 (m, CH-12 der TFA-Ester); 4.17 (d, C12-OH des
carboxyterminalen Bausteins)*; 4.15 (d, C12-OH des mittleren Bausteins)*; 4.09 (d, C12-OH
des aminoterminalen Bausteins)*; 3.79 (m, CH-12); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.48 (m(br), 2 x 1H,
2 x CHβ-3 (Amid)); 3.17 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.35-2.26 u. 2.23-2.12 (2m, CH2-23 an
COOMe); 2.07-2.00 u. 1.94-1.86 (2 x 2m, 2 x CH2-23 an CONH); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc);
0.91-0.89 (3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21); 0.86 u. 0.85 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-19); 0.75 u. 0.73 (2s,
CH3-18 der TFA-Ester); 0.59-0.58 (3s, 3 x 3H, CH3-18)
*
) die Zuordnung der OH-Protonen erfolgte durch Analogieschluß zum Tetramer (fast identische Verschiebungen der OH-Signale, siehe dort) sowie durch die reduzierte Intensität der
OH-Signale der beiden carboxyterminalen Bausteine durch partielle Veresterung mit TFA.
5. Experimenteller Teil
127
5.2.2.4.2.4. (Boc-DCS-DCS-DCS-OH) 16b; Verseifung des Methylesters nach AAV II
Ansatzgröße: 1.390 g (1.109 mmol) Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a (z.T. TFA-verestertes
Produkt aus 5.2.2.4.2.3.)
Das Produkt wurde mit Hexan aus DCM ausgefällt.
Ausbeute (isoliert): 1.285 g (1.037 mmol, ca. 93.5 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1261.1 (M+ + Na, 9 %); 1239.1 (M+, 6 %); 1139.1 (M+ - Boc, 15 %); 307.1
(17 %); 259.1 (20 %); 154.1 (100 %); 57.1 (47 %)
1
H-NMR (DMSO-f6, 400 MHz): 11.87 (s(br), 1H, COOH); 7.65 (2d, 2 x 1H, Amid-NH); 6.68
(d, 1H, Boc-NH); 4.18, 4.17 u. 4.12 (3d, 3 x C12-OH); 3.79 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-12); 3.48
(m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (Amid)); 3.17 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.24-2.17 u. 2.11-2.04
(2m, CH2-23 an COOH); 2.06-1.99 u. 1.91-1.84 (2 x 2m, 2 x CH2-23 an CONH); 1.35 (s, 9H,
(CH3)3 Boc); 0.91 u. 0.89 (3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21); 0.86 (2s) u. 0.85 (1s) (3 x 3H, 3 x
CH3-19); 0.59, 0.58 u. 0.57 (3s, 3 x 3H, CH3-18)
5.2.2.4.2.5. (Boc-DCS-DCS-DCS-DCS-OMe) 17a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 1.239 g (1.000 mmol) Boc-DCS-DCS-DCS-OH 16b; 442 mg (1.000 mmol)
HCl·H2N-DCS-OMe 12b
Das Produkt wurde mit Hexan aus DCM ausgefällt.
Ausbeute (isoliert): 1.492 g (0.917 mmol, 91.7 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1648.6 (M+ + Na, 7 %); 1627.1 (M+, 15 %); 1527.6 (M+ - Boc, 20 %);
561.4 (16 %); 255.1 (13 %); 159.1 (29 %); 107.0 (80 %); 57.0 (100 %)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.62 (3d, 3 x 1H, Amid-NH); 6.64 (d, 1H, Boc-NH); 4.17
(d, C12-OH des carboxyterminalen Bausteins)*; 4.14 (2d, 2 x C12-OH der beiden mittleren
Bausteine)*; 4.09 (d, C12-OH des aminoterminalen Bausteins)*; 3.79 (4m, 4 x 1H, 4 x
CH-12); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.48 (m(br), 3#x 1H, 3 x CHβ-3 (Amid)); 3.17 (m(br), 1H,
CHβ-3 (Boc)); 2.34-2.27 u. 2.23-2.15 (2m, CH2-23 an COOMe); 2.07-2.00 u. 1.93-1.84 (3 x
2m, 3 x CH2-23 an CONH); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.91-0.90 (4d, 4 x 3H, 4 x CH3-21);
0.86-0.85 (4s, 4 x 3H, 4 x CH3-19); 0.59-0.58 (4s, 4 x 3H, 4 x CH3-18)
*
) zur Zuordnung der OH-Protonen vgl. auch Boc-DCS-DCS-DCS-OMe
5. Experimenteller Teil
128
5.2.2.4.3. Oligopeptide mit 3α
α-Aminocholsäure
5.2.2.4.3.1. N‘-(N-[t-Butyloxycarbonyl-3α
α-amino]-Cholyl-3α
α‘-amino)-Cholsäuremethylester (Boc-CHS-CHS-OMe) 18a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 1.015 g (2 mmol) Boc-CHS-OH 11a;
916 mg (2 mmol) HCl·H2N-CHS-OMe 12a
Das Rohprodukt (ca. 1.75 g) wurde aus DCM/Hexan umkristallisiert.
Ausbeute: 1.439 g (1.579 mmol, 79.0 % der Theorie), farbloses Pulver
MS (FAB, m/e): 933.6 (M+ + Na, 11 %); 911.6 (M+, 1 %); 811.5 (M+ - Boc 18 %); 793.5
(10 %); 775.5 (8 %); 757.5 (6 %); 739.5 (11 %); 369.2 (8 %); 314.2 (4 %);
199.1 (14 %); 145.1 (29 %); 107.1 (42 %); 57.1 (100 %)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.68 (d, 1H, Amid-NH); 6.69 (d, 1H, Boc-NH); 4.18-4.00
(4d, 4 x 1H, 2x C7-OH und 2 x C12-OH); 3.77 (2m, 2 x 1H, CH-12); 3.59 (2m, 2 x 1H,
CH-7); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.30 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid)); 2.99 (m(br), 1H, CHβ-3
(Boc)); 2.36-1.84 (2 x 2m, 2 x 2H, CH2-23 und CH2-23‘); 1.34 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.910.89 (2d, 2 x 3H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.82 u. 0.81 (2s, 2 x 3H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.58 u.
0.56 (2s, 2 x 3H, CH3-18 u. CH3-18‘)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.56 (d, 1H, Amid-NH); 4.48 (d, 1H, Boc-NH); 3.96 u. 3.94
(2m, 2 x 1H, CH-12); 3.83 (2m, 2 x 1H, CH-7); 3.64 (s, 3H, OCH3); 3.61 (m(br), 1H, CHβ-3‘
(Amid)); 3.27 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.39-1.99 (2 x 2m, 2 x 2H, CH2-23 und CH2-23‘);
1.40 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.97-0.95 (2d, 2 x 3H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.88 (2s, 2 x 3H,
CH3-19 u. CH3-19‘); 0.67 u. 0.66 (2s, 2 x 3H, CH3-18 u. CH3-18‘)
5.2.2.4.3.2. N‘-(N-[t-Butyloxycarbonyl-3α
α-amino]-Cholyl-3α
α‘-amino)-cholsäure
(Boc-CHS-CHS-OH) 18b; Esterverseifung nach AAV II
Ansatzgröße: 1.367 g (1.50 mmol) Boc-CHS-CHS-OMe 18a
Ausbeute: nicht exakt bestimmt (als quantitativ angenommen); das Produkt wurde nach der
Darstellung direkt weiterverwendet.
5. Experimenteller Teil
129
MS (FAB, m/e): 919.7 (M+ + Na, 8 %); 797.6 (M+ - Boc 9 %); 779.6 (5 %); 761.5 (5 %);
743.6 (3 %); 725.5 (5 %); 355.2 (6 %); 253.2 (7 %); 213.1 (6 %); 154.0
(28 %); 95.1 (51 %); 57.1 (100 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.68 (d, 1H, Amid-NH); 4.43 (d, 1H, Boc-NH); 3.95 u. 3.93
(2m, 2 x 1H, 2 x CH-12); 3.83 (2m, 2 x 1H, 2 x CH-7); 3.67 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid));
3.26 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.43-2.36 u. 2.29-2.22 (2m, 2H, CH2-23 (an COOH)); 1.41
(s, 9H, (CH3)3 Boc); 1.01-0.96 (2d, 2 x 3H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.88 (2s, 2 x 3H, CH3-19 u.
CH3-19‘); 0.68 u. 0.65 (2s, 2 x 3H, CH3-18 u. CH3-18‘)
5.2.2.4.3.3. (Boc-CHS-CHS-CHS-OMe) 19a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: ca. 1.50 mmol (komplette Ausbeute aus 5.2.2.4.2.2.) Boc-CHS-CHS-OH 18b;
687 mg (1.500 mmol) HCl·H2N-CHS-OMe 12c
Das Rohprodukt (ca. 2.0 g) wurde durch Lösen in DCM und anschließendes Ausfällen mit
Hexan gereinigt.
Ausbeute (isoliert): 1.913 g (1.47 mmol, 98.0 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1322.7 (M+ + Na, 7 %); 1300.7 (M+, 2 %); 1270.8 (3 %); 1200.7 (M+ Boc, 29 %); 1182.8 (10 %); 1164.7 (3 %); 369.2 (7 %); 199.1 (15 %); 154.0
(37 %); 107.0 (51 %); 57.1 (100 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.66 (2d, 2 x 1H, Amid-NH); 4.51 (d, 1H, Boc-NH); 3.95 (3m,
3 x 1H, CH-12); 3.83 (3m, 3 x 1H, CH-7); 3.64 (s, 3H, OCH3); 3.60 (2m(br), 2 x 1H, 2 x
CHβ-3 (Amid)); 3.27 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.39-1.99 (3 x 2m, 3 x 2H, 3 x CH2-23);
1.40 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.97-0.94 (3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21); 0.88 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-19);
0.67-0.66 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-18)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.62 (d, 2 x 1H, Amid-NH); 6.58 (d, 1H, Boc-NH); 4.033.95 (6d, 3 x C12-OH u. 3 x C7-OH); 3.78 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-12); 3.61 (3m, 3 x 1H, 3 x
CH-7); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.31 (m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (Amid)); 3.00 (m(br), 1H, CHβ-3
(Boc)); 2.34-1.86 (3 x 2m, 3 x 2H, 3 x CH2-23); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.91 (3d, 3 x 3H,
3 x CH3-21); 0.82 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-19); 0.58 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-18)
5. Experimenteller Teil
130
5.2.2.4.2.4. (Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe) 20a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 750 mg (0.583 mmol) Boc-CHS-CHS-CHS-OH 19b (aus der Verseifung des
Esters Boc-CHS-CHS-CHS-OMe nach AAV II; Ansatzgröße: 1.200 g (0.922 mmol);
Ausbeute: 1.034 g (0.795 mmol, 86.2 % der Theorie), lt. NMR vollständig verseift); 267 mg
(0.583 mmol) HCl·H2N-CHS-OMe 12c
Das Produkt wurde mit Hexan aus DCM ausgefällt.
Ausbeute (isoliert): 829 mg (0.490 mmol, 84.1 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1711.8 (M+ + Na, 6 %); 1691.2 (M+, 3 %); 1590.9 (M+ - Boc, 13 %);
1572.9 (6 %); 1556.8 (2 %); 663.4 (4 %); 442.3 (3 %); 391.2 *5 %);"307.1
(11 %); 219.1 (21 %); 154.0 (92 %); 57.0 (100 %)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.59 (d, 2 x 1H, Amid-NH); 6.49 (d, 1H, Boc-NH); 3.93
(8d, 4 x C12-OH u. 4 x C7-OH); 3.78 (4m, 4 x 1H, 4 x CH-12); 3.61 (4m, 4 x 1H. 4 x CH-7);
3.56 (s, 3H, OCH3); 3.33 (m(br), 3 x 1H, 3 x CHβ-3 (Amid)); 3.01 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc));
2.32-1.91 (4 x 2m, 4 x 2H, 4 x CH2-23); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.91 (4d, 4 x 3H, 4 x
CH3-21); 0.82 (4s, 4 x 3H, 4 x CH3-19); 0.58 (4s, 4 x 3H, 4 x CH3-18)
5.2.2.4.4. Oligopeptide mit N-Valinyl-3α
α-Aminolithocholsäure
5.2.2.4.4.1. N-([t-Butyloxycarbonylamino]-valinyl-3α
α-amino)-Lithocholsäuremethylester
(Boc-Val-LCS-OMe) 21a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 1.396 g (3.5 mmol) Boc-Val-OH·DCHA 41;
1.491 g (3.5 mmol) HCl·H2N-LCS-OMe 12a
Das Produkt kristallisierte in kleinen Prismen aus einer methanolischen Lösung des
Rohproduktes (ca. 2.0 g). Hiervon konnte die Kristallstruktur ermittelt werden. Die
Röntgenstrukturdaten sind in Anhang B aufgeführt.
Isolierte Ausbeute nach Kristallisation: 1.812 g (3.077 mmol, 87.9 % der Theorie)
Die tatsächliche Ausbeute liegt höher, da die Mutterlauge noch erhebliche Mengen Produkt
enthielt. Diese Produktreste kristallisierten jedoch nicht mehr aus der Mutterlauge aus. Auf
eine chromatographische Reinigung des Restes wurde aufgrund der Empfindlichkeit der BocSchutzgruppe verzichtet.
5. Experimenteller Teil
HR-MS (FAB):
131
für C35H61N2O5+
589.457900
ber.
589.458049
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.65 (d(br),#1H, Amid-NH); 5.01 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.76
(m(br), 1H, CHβ-3 (LCS) Amid); 3.76 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS));
2.37-2.29 u. 2.24-2.16 (2m, 2H, CH2-23 (LCS)); 2.09 (m, 1H, CHβ (Val)); 1.43 (s, 9H,
(CH3)3 Boc); 0.93 u. 0.89 (2d, 6H, 2 x CH3 (Val)); 0.91 (s, 3H, CH3-19 (LCS)); 0.89 (d, 3H,
CH3-21 (LCS)); 0.63 (s, 3H, CH3-18 (LCS))
5.2.2.4.4.2. N-([t-Butyloxycarbonylamino]-valinyl-3α
α-amino)-Lithocholsäure
(Boc-Val-LCS-OH) 21b; Esterverseifung nach AAV II
Ansatzgröße: 1.200 g (2.038 mmol) Boc-Val-LCS-OMe 21a
Das Rohprodukt wurde mit Hexan aus TBME ausgefällt.
Ausbeute: 1.170 g (2.035 mmol, 99.9 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 619.2 (M+ + 2Na, 3 %); 597.3 (M+ + Na, 44 %); 575.3 (M+, 7 %); 519.2
(M+ + 2Na - Boc, 37 %); 497.3 (M+ + Na - Boc, 13 %); 475.2 (M+ - Boc,
57 %); 374.2 (M+ - Boc - Val, 13 %); 116.0 (35 %); 95.0 (32 %); 72.0
(100 %); 57.0 (89 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.92 (d(br), 1H, Amid-NH); 5.14 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.79
(m(br), 1H, CHα (Val) Boc); 3.74 (m(br), 1H, CHβ-3 (LCS) Amid); 2.41-2.34 u. 2.29-2.21
(2m, 2H, CH2-23 (LCS)); 2.04 (m, 1H, CHβ (Val)); 1.43 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.93 u. 0.89
(2d, 6H, 2 x CH3 (Val)); 0.92 (s, 3H, CH3-19 (LCS)); 0.92 (d, 3H, CH3-21 (LCS)); 0.63 (s,
3H, CH3-18 (LCS))
5. Experimenteller Teil
132
5.2.2.4.4.3. N-Valinyl-3α
α-Aminolithocholsäure-Methylester (TFA-Salz)
(TFA·H2N-Val-LCS-OMe) 21c; Boc-Abspaltung nach AAV IV
Ansatzgröße: 400 mg (0.679 mmol) Boc-Val-LCS-OMe 21a
Ausbeute: nicht exakt bestimmt (als quantitativ angenommen)
MS (FAB, m/e): 511.3 (M+ + Na, 17 %); 489.3 (M+, 100 %); 373.2 (M+ - Val, 3 %); 116.0
(35 %); 95.0 (32 %); 72.1 (26 %); 55.0 (6 %)
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.15 (m(br), 3H, -NH3+ Val); 7.06 (d, 1H, Amid-NH); 3.76 (d,
1H, CHα (Val)); 3.69 (m(br), 1H, CHβ-3 (LCS) Amid); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS)); 2.37-2.29
u. 2.24-2.16 (2m, 2H, CH2-23 (LCS)); 2.16 (m, 1H, CHβ (Val)); 1.04 u. 0.98 (2d, 6H, 2 x
CH3 (Val)); 0.91 (s, 3H, CH3-19 (LCS)); 0.89 (d, 3H, CH3-21 (LCS)); 0.62 (s, 3H, CH3-18
(LCS))
1
5.2.2.4.4.4. (Boc-Val-LCS-Val-LCS-OMe) 25a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 391 mg (0.679 mmol) Boc-Val-LCS-OH 21a; ca. 0.679 mmol (komplette
Ausbeute aus 5.2.2.4.4.3.) TFA·H2N-Val-LCS-OMe 21b
Das reine Produkt konnte mit Hexan aus einer DCM-Lösung des Rohproduktes (710 mg)
ausgefällt werden.
Ausbeute: 691 mg (0.661 mmol, 97.3 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1067.7 (M+ + Na, 4 %); 1045.7 (M+, 2 %); 945.6 (M+ - Boc 18 %); 556.4
(6 %); 489.3 (2 %); 457.3 (3 %); 390.2 (6 %); 374.2 (4 %); 107.0 (10 %);
72.0 (100 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.03 (d, 1H, Amid-NH (Val‘)); 5.71 (d(br), 1H, Amid-NH
(LCS)); 5.67 (d, 1H, Amid-NH (LCS‘)); 5.01 (d(br), 1H, Boc-NH (Val)); 4.09 (dd, 1H, CHα
(Val‘) Amid); 3.77 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.76 (2m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (LCS u. LCS‘)
Amid); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS‘)); 2.37-2.07 (2 x 2m, 2 x 2H, 2 x CH2-23 (LCS u. LCS‘));
2.09 (m, 1H, CHβ (Val)); 2.02 (m, 1H, CHβ (Val‘)); 1.43 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.94-0.89
(insges. 24H: 2d, 6H, 2 x CH3 (Val); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘); 2s, 2 x 3H, 2 x CH3-19 (LCS u.
LCS‘); 2d, 2 x 3H, 2 x CH3-21 (LCS u. LCS‘)); 0.62 (2s, 2 x 3H, 2 x CH3-18 (LCS u. LCS‘))
(Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde
folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-LCS-Val‘-LCS‘-OMe)
5. Experimenteller Teil
133
5.2.2.4.4.5. (Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe) 26a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 288 mg (0.500 mmol) Boc-Val-LCS-OH 21b;
ca. 0.5 mmol TFA·H2N-Val-LCS-Val-LCS-OMe 25c (komplette Ausbeute aus der BocAbspaltung von 523 mg (0.500 mmol) Boc-Val-LCS-Val-LCS-OMe 25a nach AAV IV)
Ausbeute: 681 mg (0.453 mmol, 90.6 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1525.6 (M+ + Na, 1 %); 1502.6 (M+, 0.3 %); 1402.3 (M+ - Boc, 6 %);
528.4 (1 %); 457.3 (2 %); 390.3 (2 %); 390.2 (6 %); 154.0 (8 %); 72.0
(100 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.20 (d, 1H, Amid-NH (LCS‘ o. LCS‘‘)); 6.10 (d, 1H, AmidNH (LCS‘‘ o. LCS‘)); 6.10 (d, 1H, Amid-NH (Val‘‘ o. Val‘)); 6.07 (d, 1H, Amid-NH (Val‘ o.
Val‘‘)); 6.01 (d, 1H, Amid-NH (LCS)); 5.06 (d, 1H, Boc-NH (Val)); 4.22 (dd, 1H, CHα (Val‘
o. Val‘‘)); 4.19 (dd, 1H, CHα (Val‘‘ o. Val‘)); 3.83 (dd, 1H, CHα (Val)); 3.73 (3m(br), 3 x
1H, 3 x CHβ-3 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS‘‘)); 2.38-1.97 (insges. 9H:
3 x 2m, 3 x 2H, 3 x CH2-23 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘); 3m, 3 x 1H, 3 x CHβ (Val, Val‘ u. Val‘‘));
1.43 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.93-0.89 (insges. 36H: 2d, 6H, 2 x CH3 (Val); 2d, 6H, 2 x CH3
(Val‘); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘‘); 3s, 3 x 3H, 3 x CH3-19 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘); 3d, 3 x 3H, 3
x CH3-21 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)); 0.62 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-18 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘))
(Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde
folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-LCS-Val‘-LCS‘-Val‘‘-LCS‘‘-OMe)
5.2.2.4.5. Oligopeptide mit N-[εε-Benzyloxycarbonylamino-Lysinyl]-3α
α-Aminolithocholsäure
5.2.2.4.5.1. N-(α
α-t-Butoxycatbonylamino-[εε-Benzyloxycarbonylamino]-Lysinyl)-3α
αAminolithocholsäure-Methylester (Boc-Lys[Z]-LCS-OMe) 22a;
EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 1.141 g (3.0 mmol) Boc-Lys[Z]-OH 42;
1.278 g (3.0 mmol) HCl·H2N-LCS-OMe 12a
Isolierte Ausbeute: 1.895 g (2.520 mmol, 84.0 % der Theorie)
5. Experimenteller Teil
134
MS (FAB, m/e): 774.4 (M+ + Na, 17 %); 752.4 (M+, 12 %); 674.4 (M+ + Na - Boc, 3 %);
652.4 (M+ - Boc, 29 %); 545.4 (5 %); 499.3 (5 %); 388.3 (5 %); 218.1
(10 %); 174.1 (9 %); 91.0 (Bn, 100 %); 57.0 (27 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 7.34-7.27 (m, 5H, Phenyl-H der Z-Schutzgruppe) 5.88 (d, 1H,
Amid-NH (LCS)); 5.08 (d, 1H, Boc-NH (Lys)); 5.08 (s, 2H, CH2(Z)); 4.80 (t, 1H, Z-NH
(Lys)); 3.93 (m, 1H, CHα (Lys)); 3.72 (m(br), 1H, CHβ-3 (LCS)); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS));
3.17 (m, 2H, CH2ε (Lys)); 2.37-2.29 u. 2.24-2.16 (2m, 2H, CH2-23 (LCS)); 1.42 (s, 9H,
(CH3)3 Boc); 0.90 (s, 3H, CH3-19 (LCS)); 0.89 (d, 3H, CH3-21 (LCS)); 0.62 (s, 3H, CH3-18
(LCS))
5.2.2.4.5.2. N-(α
α-t-Butoxycatbonylamino-[εε-Benzyloxycarbonylamino]-Lysinyl)-3α
αAmino-lithocholsäure (Boc-Lys[Z]-LCS-OH) 22b; Esterverseifung AAV II
Ansatzgröße: 400 mg (0.532 mmol) Boc-Lys[Z]-LCS-OMe 22a
Ausbeute: 375 mg (0.508 mmol, 95.5 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 760.5 (M+ + Na, 28 %); 738.5 (M+, 21 %); 660.5 (M+ + Na - Boc, 4 %);
638.5 (M+ - Boc, 20 %); 530.4 (3 %); 485.4 (3 %); 374.3 (3 %); 329.1
(5 %); 307.1 (8 %); 259.1 (7 %); 218.1 (19 %); 175.9 (20 %); 154.0 (45 %);
136.0 (39 %); 91.0 (Bn, 100 %); 57.1 (46 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 7.34-7.27 (m, 5H, Phenyl-H der Z-Schutzgruppe) 6.07 (d, 1H,
Amid-NH (LCS)); 5.17 (d, 1H, Boc-NH (Lys)); 5.08 (s, 2H, CH2(Z)); 4.84 (t, 1H, Z-NH);
3.97 (m, 1H, CHα (Lys)); 3.72 (m(br), 1H, CHβ-3 (LCS)); 3.17 (m, 2H, CH2ε (Lys)); 2.412.33 u. 2.27-2.19 (2m, 2H, CH2-23 (LCS)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.91 (s, 3H, CH3-19
(LCS)); 0.91 (d, 3H, CH3-21 (LCS)); 0.63 (s, 3H, CH3-18 (LCS))
5. Experimenteller Teil
135
5.2.2.4.5.3. N-([εε-Benzyloxycarbonylamino]-Lysinyl)-3α
α-Aminolithocholsäure-Methylester, TFA-Salz (TFA·H2N-Lys[Z]-LCS-OMe) 22c;
Boc-Abspaltung nach AAV IV
Ansatzgröße: 400 mg (0.532 mmol) Boc-Lys[Z]-LCS-OMe 22a
Da die Z-Gruppe ebenfalls säurelabil ist, eine Abspaltung dieser Schutzgruppe aber
unerwünscht war, wurde die Reaktionszeit auf 45 min (bei 0°C) verkürzt.
Ausbeute: nicht exakt bestimmt (als quantitativ angenommen)
MS (FAB, m/e): 674.5 (M+ + Na, 7 %); 652.5 (M+, 30 %); 545.6 (5 %); 327.0 (7 %); 281.1
(9 %); 235.1 (14 %); 207.0 (14 %); 175.8 (11 %); 154.1 (20 %); 136.0
(42 %); 91.0 (Bn, 100 %); 73.0 (92 %); 55.0 (51 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 7.34-7.27 (m, 5H, Phenyl-H der Z-Schutzgruppe) 7.06 (d, 1H,
Amid-NH (LCS)); 5.07 (s, 2H, CH2(Z)); 4.85 (t, 1H, Z-NH); 3.71 (m(br), 1H, CHβ-3 (LCS));
3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS)); 3.40 (m, 1H, CHα (Lys)); 3.17 (m, 2H, CH2ε (Lys)); 2.37-2.29 u.
2.23-2.16 (2m, 2H, CH2-23 (LCS)); 0.91 (s, 3H, CH3-19 (LCS)); 0.89 (d, 3H, CH3-21 (LCS));
0.62 (s, 3H, CH3-18 (LCS))
5.2.2.4.5.4. (Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe) 27a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 375 mg (0.508 mmol) Boc-Lys[Z]-LCS-OH 21b; ca. 0.53 mmol (komplette
Ausbeute aus 5.2.2.4.5.3.) TFA·H2N-Lys[Z]-LCS-OMe 21c
Das reine Produkt wurde mit Hexan aus einer DCM-Lösung des Rohproduktes ausgefällt.
Ausbeute: 644 mg (0.469 mmol, 92.4 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1393.6 (M+ + Na, 3 %); 1371.6 (M+, 2 %); 1271.6 (M+ - Boc, 7 %); 722.6
(8 %); 492.4 (3 %); 388.2 (3 %); 218.0 (6 %); 136.0 (27 %); 91.0 (100 %)
1
H-NMR (CDCl3. 400 MHz): 7.34-7.27 (2m, 2 x 5J, 2 x Phenyl-H der Z-Schutzgruppen (Z u.
Z‘)); 6.12 (d, 1H, Amid-NH (Lys‘)); 5.96 (2d, 2 x 1H, 2 x Amid-NH (LCS u. LCS‘)); 5.08 (d,
1H, Boc-NH (Lys)); 5.08 (2s, 2 x 2H, CH2(Z) u. CH2(Z‘)); 4.83 (2t, 2 x 1H, 2 x Z-NH (Lys u.
Lys‘)); 4.30 (q, 1H, CHα (Lys‘)); 3.94 (m, 1H, CHα (Lys)); 3.72 (2m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3
(LCS u. LCS‘)); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS‘)); 3.17 (2m, 2 x 2H, 2 x CH2ε (Lys u. Lys‘)); 2.352.04 (4m, 2 x 2H, 2 x CH2-23 (LCS u. LCS‘)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.90 (2s, 2 x 3H, 2 x
CH3-19 (LCS u. LCS‘)); 0.89 (2d, 2 x 3H, 2 x CH3-21 (LCS u. LCS‘)); 0.62 u. 0.61 (2s, 2 x
3H, 2 x CH3-18 (LCS u. LCS‘))
(Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde
folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]‘-LCS‘-OMe)
5. Experimenteller Teil
136
5.2.2.4.5.5. Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 28a;
EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 323 mg (0.437 mmol) Boc-Lys[Z]-LCS-OH 22b; ca. 0.437 mmol
TFA·H2N-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe (komplette Ausbeute aus der Boc-Abspaltung von
600 mg (0.437 mmol) Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe nach AAV IV)
Das Produkt konnte durch Ausfällen mit Hexan aus einer DCM-Lösung gereinigt werden.
Ausbeute: 632 mg (0.317 mmol, 72.6 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1998.4 (M+, 0.1 %); 1888.9 (M+ - Boc, 1 %); 545.4 (1 %); 388.2 (1 %);
174.1 (13 %); 91.0 (100 %)
Der Massenpeak (M+) und der (M+ - Boc)-Peak wichen jeweils um +7 Masseneinheiten von
der tatsächlichen Masse ab. Dies ist möglicherweise darauf zurückzuführen, dass die molare
Masse der Verbindung an der Messrenze des FAB-Geräts liegt und es auf Massen unterhalb
von 1000 kalibriert wurde, zumal das NMR deutlich zeigt, dass es sich tatsächlich um die
gewünschte Verbindung handelt.
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.75 (2d, 2 x 1H, 2 x Amid-NH (Lys‘ u. Lys‘‘)); 7.55 (3d,
3 x 1H, 3 x Amid-NH (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)); 7.36-7.26 (3m, 3 x 5H, 3 x Phenyl-H der ZSchutzgruppen (Z, Z‘ u. Z‘‘)); 7.16 (3t, 3 x 1H, 3 x Z-NH (Lys, Lys‘ u. Lys‘‘)); 6.59 (d, 1H,
Boc-NH (Lys)); 4.99 (3s, 3 x 2H, CH2(Z), CH2(Z‘) u. CH2(Z‘‘)); 4.11 (2q, 2 x 1H, CHα (Lys‘
u. Lys‘‘)); 3.78 (m, 1H, CHα (Lys)); 3.55 (s, 3H, OCH3 (LCS‘)); 3.50 (3m(br), 3 x 1H, 3 x
CHβ-3 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)); 2.95 (3m, 3 x 2H, 3 x CH2ε (Lys, Lys‘ u. Lys‘‘)); 2.36-2.00
(6m, 3 x 2H, 3 x CH2-23 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)); 1.36 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.95-0.80 (3s, 3 x
3H, 3 x CH3-19; 3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21 (jew. LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)); 0.60 u. 0.59 (3s, 3 x 3H,
3 x CH3-18 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘))
(Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde
folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]‘-LCS‘-Lys[Z]‘‘-LCS‘‘-OMe)
5. Experimenteller Teil
137
5.2.2.4.6. Oligopeptide mit N-Valinyl-3α
α-Aminodesoxycholsäure
5.2.2.4.6.1. N-([t-Butyloxycarbonylamino]-valinyl-3α
α-amino)-Desoxycholsäuremethylester (Boc-Val-DCS-OMe) 23a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 798 mg (2 mmol) Boc-Val-OH·DCHA 42;
885 mg (2 mmol) HCl·H2N-DCS-OMe 12b
Das Produkt kristallisierte aus einer Ethylacetat-Lösung des Rohproduktes (ca. 1.2 g).
Isolierte Ausbeute: 1.139 g (1.883 mmol, 94.2 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 627.5 (M+ + Na, 39 %); 605.5 (M+, 17 %); 505.4 (M+ - Boc, 39 %); 487.4
(100 %); 388.3 (13 %); 154.0 (14 %); 116.1 (24 %); 72.1 (86 %); 57.0
(63 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.70 (d(br), 1H, Amid-NH); 4.98 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.97 (m,
1H, CH-12 (DCS)); 3.78 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.77 (m(br), 1H, CHβ-3 (DCS) Amid);
3.64 (s, 3H, OCH3 (DCS)); 2.39-2.31 u. 2.25-2.17 (2m, 2H, CH2-23 (DCS)); 2.10 (m, 1H,
CHβ (Val)); 1.43 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.95 (d, 3H, CH3-21 (DCS)); 0.92 u. 0.88 (2d, 6H, 2 x
CH3 (Val)); 0.90 (s, 3H, CH3-19 (DCS)); 0.66 (s, 3H, CH3-18 (DCS))
5.2.2.4.6.2. N-([t-Butyloxycarbonylamino]-valinyl-3α
α-amino)-Desoxycholsäure
(Boc-Val-DCS-OH) 23b; Esterverseifung nach AAV II
Ansatzgröße: 302 mg (0.500 mmol) Boc-Val-DCS-OMe 23a
Ausbeute: 288 mg (0.487 mmol, 97.5 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 613.4 (M+ + Na, 55 %); 591.4 (M+, 14 %); 491.3 (M+ + Na - Boc, 27 %);
473.3 (72 %); 390.3 (8 %); 374.2 (9 %); 357.2 (8 %); 175.7 (9 %); 154.0
(26 %); 136.0 (22 %); 116.1 (39 %); 72.1 (100 %); 57.0 (83 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.99 (d(br), 1H, Amid-NH); 5.16 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.98 (m,
1H, CH-12 (DCS)); 3.82 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.75 (m(br), 1H, CHβ-3 (DCS) Amid);
2.43-2.36 u. 2.29-2.22 (2m, 2H, CH2-23 (DCS)); 2.04 (m, 1H, CHβ (Val)); 1.42 (s, 9H,
(CH3)3 Boc); 0.97 (d, 3H, CH3-21 (DCS)); 0.91 u. 0.88 (2d, 6H, 2 x CH3 (Val)); 0.90 (s, 3H,
CH3-19 (DCS)); 0.66 (s, 3H, CH3-18 (DCS))
5. Experimenteller Teil
138
5.2.2.4.6.3. N-Valinyl-3α
α-Aminodesoxycholsäure-Methylester (TFA-Salz)
(TFA·H2N-Val-DCS-OMe) 23c; Boc-Abspaltung nach AAV IV
Ansatzgröße: 302 mg (0.500 mmol) Boc-Val-DCS-OMe 23a
Um die mögliche Nebenreaktion (Veresterung der freien OH-Gruppe von DCS mit TFA) zu
unterdrücken wurde die Reaktionszeit auf 40 min bei 0°C verkürzt und das Produkt direkt
weiterverwendet.
Ausbeute: nicht exakt bestimmt (als quantitativ angenommen)
MS (FAB, m/e): 527.4 (M+ + Na, 14 %); 505.4 (M+, 33 %); 487.4 (51 %); 388.3 (5 %);
175.9 (6 %); 154.0 (24 %); 136.0 (19 %); 107.1 (12 %); 72.1 (100 %); 55.0
(16 %)
5.2.2.4.6.4. (Boc-Val-DCS-Val-DCS-OMe) 29a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 288 mg (0.487 mmol) Boc-Val-DCS-OH 23b; ca. 0.5 mmol (komplette
Ausbeute aus 5.2.2.4.4.3.) TFA·H2N-Val-DCS-OMe 23c
Das reine Produkt konnte mit Hexan aus einer DCM-Lösung des Rohproduktes (516 mg)
ausgefällt werden.
Ausbeute: 485 mg (0.450 mmol, 92.4 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1099.8 (M+ + Na, 4 %); 1077.8 (M+, 7 %); 977.8 (M+ - Boc 6 %); 554.4
(5 %); 487.4 (3 %); 388.3 (7 %+; 374.2 (5 %); 154.0 (11 %); 107.1 (14 %);
72.0 (100 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.09 (d, 1H, Amid-NH (Val‘)); 5.79 (2d, 2 x 1H, 2 x Amid-NH
(DCS u. DCS‘)); 5.01 (d(br), 1H, Boc-NH (Val)); 4.08 (dd, 1H, CHα (Val‘) Amid); 3.96 (2m,
2 x 1H, 2 x CH-12 (DCS u. DCS‘)); 3.80 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.76 (2m(br), 2 x 1H, 2 x
CHβ-3 (DCS u. DCS‘) Amid) ; 3.64 (s, 3H, OCH3 (DCS‘)); 2.39-2.07 (2 x 2m, 2 x 2H, 2 x
CH2-23 (DCS u. DCS‘)); 2.07 (m, 1H, CHβ (Val)); 2.00 (m, 1H, CHβ (Val‘)); 1.42 (s, 9H,
(CH3)3 Boc); 0.96-0.87 (insges. 24H: 2d, 6H, 2 x CH3 (Val); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘); 2s, 2 x
3H, 2 x CH3-19 (DCS u. DCS‘); 2d, 2 x 3H, 2 x CH3-21 (DCS u. DCS‘)); 0.66 u. 0.65 (2s, 2 x
3H, 2 x CH3-18 (DCS u. DCS‘))
(Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde
folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-OMe)
5. Experimenteller Teil
139
5.2.2.4.6.5. (Boc-Val-DCS-Val-DCS-OH) 29b; Esterverseifung nach AAV II
Ansatzgröße: 431 mg (0.400 mmol) Boc-Val-DCS-Val-DCS-OMe 29a
Ausbeute: 369 mg (0.347 mmol, 86.7 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1085.8 (M+ + Na, 12 %); 1063.8 (M+, 13 %); 963.8 (M+ - Boc 7 %); 554.4
(5 %); 473.4 (5 %); 374.3 (5 %); 154.0 (32 %); 72.0 (100 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.66 (d, 1H, Amid-NH (Val‘)); 6.34 u. 6.25 (2d, 2 x 1H, 2 x
Amid-NH (DCS u. DCS‘)); 5.16 (d(br), 1H, Boc-NH (Val)); 4.27 (dd, 1H, CHα (Val‘)
Amid); 3.96 (2m, 2 x 1H, 2 x CH-12 (DCS u. DCS‘)); 3.87 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.71
(2m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (DCS u. DCS‘) Amid) ; 2.41-1.98 (insges. 6H: 2 x 2m, 2 x 2H,
2 x CH2-23 (DCS u. DCS‘); 2m, 2 x 1H, 2 x CHβ (Val u. Val‘)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc);
0.99 (2d, 2 x 3H, 2 x CH3-21 (DCS u. DCS‘)); 0.92-0.88 (insges. 18H: 2d, 6H, 2 x CH3 (Val);
2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘); 2s, 2 x 3H, 2 x CH3-19 (DCS u. DCS‘)); 0.66 (2s, 2 x 3H, 2 x CH3-18
(DCS u. DCS‘))
(Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde
folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-OH)
5.2.2.4.6.6. (Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe) 30a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 288 mg (0.338 mmol) Boc-Val-DCS-Val-DCS-OH 29b; ca. 0.338 mmol
TFA·H2N-Val-DCS-OMe 23c (komplette Ausbeute aus der Boc-Abspaltung von 205 mg
(0.338 mmol) Boc-Val-DCS-OMe [] nach AAV IV; vgl. 5.2.2.4.6.3.)
Das reine Produkt konnte durch Ausfällen mit Hexan aus einer DCM-Lösung des
Rohproduktes (ca. 500 mg) erhalten werden.
Ausbeute: 448 mg (0.453 mmol, 85.5 % der Theorie)
5. Experimenteller Teil
140
MS (FAB, m/e): 1572.8 (M+ + Na, 2 %); 1550.8 (M+,"1 %); 1450.7 (M+ - Boc, 4 %); 526.4
(2 %); 455.3 (2 %); 388.3 (4 %); 255.2 (2 %); 154.0 (23 %); 72.0 (100 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.40 (d, 1H, Amid-NH (DCS‘ o. DCS‘‘)); 6.26 (d, 1H, AmidNH (DCS‘‘ o. DCS‘)); 6.18 (d, 1H, Amid-NH (Val‘‘ o. Val‘)); 6.14 (d, 1H, Amid-NH (Val‘
o. Val‘‘)); 6.04 (d, 1H, Amid-NH (DCS)); 5.05 (d, 1H, Boc-NH (Val)); 4.25 (dd, 1H, CHα
(Val‘ o. Val‘‘)); 4.21 (dd, 1H, CHα (Val‘‘ o. Val‘)); 3.95 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-12 (DCS,
DCS‘ u. DCS‘‘)); 3.86 (dd, 1H, CHα (Val)); 3.72 (3m(br), 3 x 1H, 3 x CHβ-3 (DCS, DCS‘ u.
DCS‘‘)); 3.65 (s, 3H, OCH3 (DCS‘‘)); 2.38-2.07 (3 x 2m, 3 x 2H, 3 x CH2-23 (DCS, DCS‘ u.
DCS‘‘)); 2.07 (m, 1H, CHβ (Val)); 2.00 (m, 1H, CHβ (Val‘ o. Val‘‘)); 1.97 (m, 1H, CHβ
(Val‘‘ o. Val‘)); 1.43 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.96-0.87 (insges. 36H: 2d, 6H, 2 x CH3 (Val); 2d,
6H, 2 x CH3 (Val‘); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘‘); 3s, 3 x 3H, 3 x CH3-19 (DCS, DCS‘ u. DCS‘‘);
3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21 (DCS, DCS‘ u. DCS‘‘)); 0.66 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-18 (DCS, DCS‘ u.
DCS‘‘))
(Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde
folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-Val‘‘-DCS‘‘-OMe)
5.2.2.4.7. Oligopeptide mit N-Valinyl-3α
α-Aminocholsäure
5.2.2.4.7.1. N-([t-Butyloxycarbonylamino]-valinyl-3α
α-amino)-Cholsäuremethylester
(Boc-Val-CHS-OMe) 24a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 798 mg (2 mmol) Boc-Val-OH·DCHA 41;
916 mg (2 mmol) HCl·H2N-CHS-OMe 12c
Das Produkt kristallisierte aus einer Ethylacetat-Lösung des Rohproduktes (ca. 1.35 g).
Isolierte Ausbeute: 1.145 g (1.844 mmol, 92.2 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 643.3 (M+ + Na, 20 %); 621.4 (M+, 13 %); 521.3 (M+ - Boc, 20 %); 503.3
(6 %); 485.3 (34 %); 386.2 (8 %); 369.2 (10 %); 182.2 (52 %); 154.0
(17 %); 116.0 (30 %); 72.1 (100 %); 57.0 (89 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.97 (d(br), 1H, Amid-NH); 5.00 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.97 (m,
1H, CH-12 (CHS)); 3.84 (m, 1H, CH-7 (CHS)); 3.77 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.64 (s, 3H,
OCH3 (CHS)); 3.62 (m(br), 1H, CHβ-3 (CHS) Amid); 2.38-2.31 u. 2.25-2.18 (2m, 2H,
CH2-23 (CHS)); 2.08 (m, 1H, CHβ (Val)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.96 (d, 3H, CH3-21
(CHS)); 0.91 u. 0.87 (2d, 6H, 2 x CH3 (Val)); 0.90 (s, 3H, CH3-19 (CHS)); 0.68 (s, 3H,
CH3-18 (CHS))
5. Experimenteller Teil
141
5.2.2.4.7.2. N-([t-Butyloxycarbonylamino]-valinyl-3α
α-amino)-Cholsäure
(Boc-Val-CHS-OH) 24b; Esterverseifung nach AAV II
Ansatzgröße: 311 mg (0.500 mmol) Boc-Val-CHS-OMe 24a
Ausbeute: 301 mg (0.496 mmol, 99.2 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 629.3 (M+ + Na, 8 %); 607.3 (M+, 5 %); 507.3 (M+ + Na - Boc, 4 %); 489.3
(2 %); 471.3 (7 %); 355.2 (3 %); 289.0 (3 %); 175.7 (11 %); 154.0 (31 %);
136.0 (28 %); 81.0 (55 %); 72.0 (73 %); 57.0 (84 %); 55.0 (100 %);
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.10 (d(br), 1H, Amid-NH); 5.16 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.98 (m,
1H, CH-12 (CHS)); 3.84 (m, 1H, CH-7 (CHS)); 3.82 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.61 (m(br),
1H, CHβ-3 (CHS) Amid); 2.42-2.34 u. 2.31-2.22 (2m, 2H, CH2-23 (CHS)); ca. 2.0 (m, 1H,
CHβ (Val)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.99 (d, 3H, CH3-21 (CHS)); 0.91 u. 0.89 (2d, 6H, 2 x
CH3 (Val)); 0.90 (s, 3H, CH3-19 (CHS)); 0.68 (s, 3H, CH3-18 (CHS))
5.2.2.4.7.3. (Boc-Val-CHS-Val-CHS-OMe) 31a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 301 mg (0.496 mmol) Boc-Val-CHS-OH 24b; ca. 0.5 mmol (komplette
Ausbeute aus der Boc-Abspaltung von 205 mg (0.338 mmol) Boc-Val-CHS-OMe 24a nach
AAV IV; vgl. 5.2.2.4.6.3.) TFA·H2N-Val-CHS-OMe 24c
Das reine Produkt konnte mit Hexan aus einer DCM-Lösung des Rohproduktes ausgefällt
werden.
Ausbeute: 527 mg (0.475 mmol, 95.8 % der Theorie)
5. Experimenteller Teil
142
MS (FAB, m/e): 1131.7 (M+ + Na, 6 %); 1109.7 (M+, 5 %); 1009.7 (M+ - Boc 7 %); 485.3
(2 %); 422.2 (4 %); 386.2 (4 %); 369.2 (7 %); 154.0 (28 %); 95.1 (47 %);
72.0 (90 %); 55.0 (100 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.48 (d, 1H, Amid-NH (CHS‘)); 6.37 (d, 1H, Amid-NH (Val‘));
6.19 (d, 1H, Amid-NH (CHS)); 5.14 (d(br), 1H, Boc-NH (Van)); 4.11 (dd, 1H, CHα (Val‘)
Amid); 3.97 (2m, 2 x 1H, 2 x CH-12 (CHS u. CHS‘)); 3.88 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.83
(2m, 2 x 1H, 2 x CH-7 (CHS u. CHS‘)); 3.64 (s, 3H, OCH3 (CHS‘)); 3.60 (2m(br), 2 x 1H, 2 x
CHβ-3 (CHS u. CHS‘)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 1.00 u. 0.96 (2d, 2 x 3H, 2 x CH3-21 (CHS
u. CHS‘)); 0.93-0.87 (insges. 18H: 2d, 6H, 2 x CH3 (Val); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘); 2s, 2 x 3H,
2 x CH3-19 (CHS u. CHS‘)); 0.67 (2s, 2 x 3H, 2 x CH3-18 (CHS u. CHS‘))
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.74 (d, 1H, Amid-NH (CHS‘)); 7.66 (d, 1H, Amid-NH
(CHS)); 7.56 (d, 1H, Amid-NH (Val‘)); 6.36 (d, 1H, Boc-NH (Val)); 4.08 (dd, 1H, CHα
(Val‘)); 4.03-3.99 (4d, 4 x 1H, 2 x C7-OH u. 2 x C12-OH (CHS u. CHS‘)); 3.78 (2m, 2 x 1H,
2 x CH-12 (CHS u. CHS‘)); 3.73 (dd, 1H, CHα (Val)); 3.62 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-(CHS u.
CHS‘)); 3.56 (s, 3H, OCH3 (CHS‘‘)); 3.36 (2m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (CHS u. CHS‘)); 2.342.13 (2 x 2m, 2 x 2H, 2 x CH2-23 (CHS u. CHS‘)); 1.98 (2m, 2 x 1H, CHβ (Val u. Val‘));
1.37 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.93-0.90 (2d, 2 x 3H, 2 x CH3-21 (CHS u. CHS‘)); 0.83 (2s, 2 x
2H, 2 x CH3-19 (CHS u. CHS‘)); 0.82-0.77 (2 x 2d, 12H, 2 x CH3 (Val), 2 x CH3 (Val‘)); 0.58
(2s, 2 x 3H, 2 x CH3-18 (CHS u. CHS‘))
(Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde
folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-CHS-Val‘-CHS‘-OMe)
5.2.2.4.7.4. (Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe) 32a; EDC-Kopplung nach AAV VI
Ansatzgröße: 375 mg (0.342 mmol) Boc-Val-CHS-Val-CHS-OH 31b (aus Verseifung von
400 mg (0.360 mmol) des Esters Boc-Val-CHS-Val-CHS-OMe 31a nach AAV II); ca.
0.338 mmol TFA·H2N-Val-CHS-OMe 24c (komplette Ausbeute aus der Boc-Abspaltung von
205 mg (0.338 mmol) Boc-Val-CHS-OMe 24a nach AAV IV; vgl. 5.2.2.4.6.3.)
Ausbeute: 437 mg (0.273 mmol, 79.9 % der Theorie)
5. Experimenteller Teil
143
MS (FAB, m/e): 1621.0 (M+ + Na, 8 %); 1599.0 (M+, 4 %); 1499.5 (M+ - Boc, 11 %); 674.3
(2 %); 453.3 (4 %); 386.2 (8 %); 154.0 (16 %); 72.1"(100 %)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.72 (2d, 2 x 1H, Amid-NH (CHS‘ u. CHS‘‘)); 7.66 (d, 1H,
Amid-NH (CHS)); 7.55 (2d, 2 x 1H, Amid-NH (Val‘ u. Val‘‘)); 6.33 (d, 1H, Boc-NH (Val));
4.08 (2dd, 2 x 1H, CHα (Val‘ u. Val‘‘)); 4.00-3.97 (6d, 6 x 1H, 3 x C7-OH u. 3 x C12-OH
(CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 3.79 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-12 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 3.74 (dd, 1H,
CHα (Val)); 3.62 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-7 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 3.56 (s, 3H, OCH3
(CHS‘‘)); 3.37 (3m(br), 3 x 1H, 3 x CHβ-3 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 2.34-2.14 (3 x 2m, 3 x
2H, 3 x CH2-23 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 1.98 (3m, 3 x 1H, CHβ (Val, Val‘ u. Val‘‘)); 1.37 (s,
9H, (CH3)3 Boc); 0.93-0.91 (3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 0.83 (3s, 3 x
3H, 3 x CH3-19 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 0.81-0.78 (3 x 2d, 18H, 2 x CH3 (Val), 2 x CH3
(Val‘), 2 x CH3 (Val‘‘)); 0.58 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-18 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘))
(Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde
folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-CHS-Val‘-CHS‘-Val‘‘-CHS‘‘-OMe)
5. Experimenteller Teil
144
5.2.2.5. Cyclische Pseudopeptide (bzw. Oligoamide) aus Aminocholansäurebausteinen
5.2.2.5.1. Unsystematische Oligocyclisierung monomerer 3α
α-Aminocholansäuren
5.2.2.5.1.1. Oligocyclisierung von 3α
α-Aminolithocholsäure nach AAV VII
Ansatzgröße: 476 mg (1 mmol) 3α-(t-Butyloxycarbonylamino)-Lithocholsäure 11a
Rohprodukt: 453 mg
Die säulenchromatographische Auftrennung des Produktgemisches, das laut FAB-Massenspektrum Aminolithocholsäure-cyclodiamid 33a, -cyclotriamid 33b und geringe Mengen des
Cyclotetramers 33c enthielt, war bislang leider nicht erfolgreich, da die beiden
Hauptprodukte, wahrscheinlich Cyclodimer 33a und Cyclotrimer 33b, selbst in verschiedenen
getesteten Laufmittelgemischen (DCM:Hexan, DCM:Hexan:MeOH, EE:Hexan, THF:Hexan,
THF:Hexan:MeOH, TBME:Hexan, Et2O:Hexan, jeweils in unterschiedlichen Mischungsverhältnissen) sehr ähnliche Laufeigenschaften zeigten (∆Rf sehr gering) und in der FlashSäulenchromatographie nur leichte Antrennungen beobachtet werden konnten. Da die
unfunktionalisierten Aminolithocholsäurecyclen nur als Modellsysteme für die auf der
Innenseite noch OH-funktionalisierten Aminodesoxycholsäure- und AminocholsäureCyclooligoamide dienten und keine weitere Verwendung geplant war, wurde hier auf weitere
Trennversuche (HPLC etc.) verzichtet. Im 1H-NMR-Spektrum des Rohproduktes zeigten sich
im Bereich der NH-Protonen drei Signale im Intensitätsverhältnis 1 : 0.85 : 0.17, woraus man
auf ein Massenverhältnis der Produkte von 49 % : 42 % : 9 % schließen kann (Annahme: Die
Cyclen zeigen aufgrund ihrer Symmetrie jeweils einen einfachen Signalsatz; da die
Grundeinheit, der monomere Baustein, jeweils gleich ist, geben die molaren Intensitäten dann
direkt das Massenverhältnis der Produkte wieder).
Analytischg Daten des Gemisches:
MS (FAB, m/e): 1430.3 (M+ Cyclotetramer, 1 %); 1073.0 (M+ Cyclotrimer, 3 %); 715.6
(M+ Cyclodimer, 6 %)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.80 (d, Amid-NH, Intensität: 0.3870); 7.56 (d, Amid-NH,
Intensität: 0.4555); 6.82 (d, Amid-NH, Intensität: 0.0796); 3.37 (m(br), jeweils CHβ-3,
Gesamtintensität: 1.000); 0.93-0.86 (jeweils CH3-19 und CH3-21); 0.61 u. 0.57 (jeweils
CH3-18)
5. Experimenteller Teil
145
5.2.2.5.1.2. Oligocyclisierung von 3α
α-Aminodesoxycholsäure nach AAV VII
Ansatzgröße: 492 mg (1 mmol) 3α-(t-Butyloxycarbonylamino)-Desoxycholsäure 11b
Rohprodukt: 462 mg
Wie bei der Oligocyclisierung von Aminolithocholsäure zeigte auch hier das Massenspektrum
des Produktgemisches Massenpeaks des Cyclodimers 34a, des Cyclotrimers 34b und des
Cyclotetramers 34c. Das Produktgemisch wurde säulenchromatographisch getrennt. Als
Laufmittel diente zunächst THF:Hexan:MeOH (Gradient: 20:90:5 –> 40:80:5.5). Die noch
verunreinigten Fraktionen, die Cyclodimer und Cyclotrimer enthielten, wurden danach
nochmals mit DCM:Hexan:MeOH (Gradient: 30:90:5 –> 40:40:20) säulenchromatographisch
gereinigt.
Isolierte Ausbeuten:
3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclodiamid 34a: 120 mg (0.161 mmol; 32.1 % der Theorie)
3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 34b: 34 mg (0.030 mmol; 9.1 % der Theorie)
Das Cyclotetramer 34c konnte leider nicht isoliert werden, da es wahrscheinlich in zu
geringen Mengen im Rohprodukt enthalten war.
Das Cyclodimer 34a und das Cyclotrimer 34b kristallisierten jeweils aus DCM/MeOH.
Während jedoch die Kristallstruktur des Cyclodimers gelöst werden konnte, gelang dies beim
Cyclotrimer bislang nicht, da die (makroskopisch einkristallin erscheinenden) Kristalle aus
zahlreichen übereinandergelagerten einkristallinen(?) Schichten aufgebaut sind, wie eine
genauere mikroskopische Analyse ergab. Auch andere Lösemittelgemische lieferten hier
bislang keine besseren Ergebnisse.
Analytische Daten der beiden Cyclen:
5. Experimenteller Teil
146
3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclodiamid 34a:
Kristallstrukturdaten des Cyclodimers siehe Anhang C.
MS (FAB, m/e): 769.6 (M+ + Na, 14 %); 747.6 (M+, 7 %); 711.6 (36 %); 410.3 (7 %); 281.1
(9 %); 147.1 (34 %); 107.1 (34 %); 81.1 (58 %); 55.0 (100 %)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.71 (d, 2H, 2 x Amid-NH); 3.83 (d, 2H, 2 x C12-OH); 3.60
(m, 2H, 2 x CH-12); 3.48 (m(br), 2H, 2 x CHβ-3); 0.96 (d, 6H, 2 x CH3-21); 0.88 (s, 6H, 2 x
CH3-19); 0.57 (s, 6H, 2 x CH3-18)
Anmerkungen zum NMR:
Das Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C2-Symmetrie des Cyclus. Das
kristalline Cyclodimer ist in DMSO-d6 nur sehr schlecht löslich, in CDCl3 gar nicht.
3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 34b:
MS (FAB, m/e): 1142.9 (M+ + Na, 15 %); 1120.9 (M+, 25 %); 1102.9 (3 %); 1084.9 (3 %);
1066.9 (17 %); 413.2 (2 %); 329.1 (8 %); 259.1 (13 %); 175.8 (37 %);
152.0 (96 %); 136.0 (97 %); 55.0 (100 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.22 (d, 3H, 3 x Amid-NH); 3.98 (m, 3H, 3 x CH-12); 3.77
(m(br), 3H, 3 x CHβ-3); 2.21-2.13 u. 2.10-2.02 (2m, 2 x 3H, 3 x CH2-23); 0.98 (d, 9H, 3 x
CH3-21); 0.91 (s, 9H, 3 x CH3-19); 0.67 (s, 9H, 3 x CH3-18)
Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C3-Symmetrie des Cyclus.
5.2.2.5.1.3. Oligocyclisierung von 3α
α-Aminocholsäure nach AAV VII
Ansatzgröße: 508 mg (1 mmol) 3α-(t-Butyloxycarbonylamino)-Cholsäure 11c
In Abweichung von der AAV wurde der Ansatz folgendermaßen aufgearbeitet: Zunächst
wurde die wäßrige Phase mit NaCl gesättigt und (weitgehend) von der organischen Phase
getrennt, anschließend dann das Präzipitat, das sich an der Phasengrenze bzw. in der wäßrigen
Phase gebildet hatte, abgesaugt. Die organische Phase wurde gemäß der AAV weiter
aufgearbeitet, enthielt aber laut Massenspektrum keine Cyclooligomere der Aminocholsäure.
Das Präzipitat hingegen (228 mg) bestand fast ausschließlich aus dem 3α-Aminocholsäurecyclodiamid 35a, vermischt mit geringen Mengen Cyclotrimer, Cyclotetramer und weiteren,
nicht näher charakterisierten Verunreinigungen (insgesamt ca. 5-15 %). Die Reinigung
erfolgte durch Kristallisation aus THF/EtOH und Dioxan/DCM, hierbei wurde reines
Cyclodimer erhalten. Die massenspektrometrisch nachgewiesenen höheren Cyclooligomere
(Cyclotrimer und Cyclotetramer) konnten leider nicht isoliert werden, da sie wahrscheinlich
in zu geringer Menge im Präzipitat enthalten waren.
5. Experimenteller Teil
147
Isolierte Ausbeute an 3α-Aminocholsäure-Cyclodiamid 35a:
189 mg (0.243 mmol; 48.5 % der Theorie)
Analytische Daten von 3α-Aminocholsäure-Cyclodiamid 35a:
MS (FAB, m/e): 801.5 (M+ + Na, 25 %); 779.5 (M+, 16 %); 761.5 (2 %); 743.5 (2 %); 725.5
(2 %); 707.5 (19 %); 391.3 (4 %); 329.1 (11 %); 259.1 (17 %); 154.0
(100 %)
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.34 (d, 2H, 2 x Amid-NH); 3.97 (d, 2H, 2 x C7-OH); 3.74
(m, 2H, 2 x CH-12); 3.64 (m, 2H, 2 x CH-7); 3.31 (m(br), 2H, 2 x CHβ-3); 3.15 (d, 2H, 2 x
C12-OH); 0.93 (d, 6H, 2 x CH3-21); 0.81 (s, 6H, 2 x CH3-19); 0.57 (s, 6H, 2 x CH3-18)
Das Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C2-Symmetrie des Cyclus.
5.2.2.5.2. Systematische Cyclisierung linearer Oligoamide
5.2.2.5.2.1. Cyclisierung reiner 3α
α-Aminocholansäure-Oligoamide (Typ 1)
5.2.2.5.2.1.1. Cyclisierung von Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a nach AAV VII
Ansatzgröße: 500 mg (0.399 mmol) Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a
Der Methylester wurde zunächst nach AAV II verseift und anschleißend ohne weitere
Reinigung den Cyclisierungsbedingungen (AAV VII) unterworfen.
Rohprodukt: 578 mg
Die dünnschichtchromatographische Analyse zeigte eine Reihe von Produkten, jedoch waren
klar zwei Hauptprodukte erkennbar. Die säulenchromatographische Trennung des
Produktgemisches (zunächst Abtrennung des Dicyclohexylharnstoffes mit 100 % Chloroform,
dann Trennung der übrigen Produkte mit DCM:Hexan:MeOH (Gradient: 20:120:5 –>
50:50:10)) lieferte reines Cyclotrimer 34b und eine Mischfraktion (95 mg), die zu einem
Massenanteil von ca. 40-50 % (abgeschätzt mittels NMR-Intensitäten) das Cyclohexamer 34d
(Produkt der Cyclodimerisierung) enthielt. Letztere wurde nochmals säunenchromatographisch aufgetrennt (Gradient: 10:120:2.5 –> 40:120:5) und lieferte reines Cyclohexamer.
5. Experimenteller Teil
148
Isolierte Ausbeuten:
3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 34b: 185 mg (0.165 mmol; 41.4 % der Theorie)
3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclohexaamid 34d: 42 mg (0.019 mmol; 9.4 % der Theorie)
Analytische Daten:
3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 34b:
Die analytischen Daten stimmen mit denen des Cyclotrimers aus 5.2.2.5.1.2. überein.
Zusätzlich wurde ein 600MHz-NMR-Spektrum aufgenommen und eine Probe mittels MALDI
massenspektrometrisch untersucht:
1
H-NMR (CDCl3, 600 MHz): 5.21 (d, 3H, 3 x Amid-NH); 3.97 (m, 3H, 3 x CH-12); 3.76
(m(br), 3H, 3 x CHβ-3); 2.19-2.13 u. 2.09-2.03 (2m, 2 x 3H, 3 x CH2-23); 0.98 (d, 9H, 3 x
CH3-21); 0.90 (s, 9H, 3 x CH3-19); 0.67 (s, 9H, 3 x CH3-18)
Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C3-Symmetrie des Cyclus.
Das MALDI-Spektrum bestätigt die Ergebnisse des FAB-Massenspektrums (vgl. 5.2.2.5.1.2.)
und zeigt einen Massenpeak sowie einen Peak bei M+ + Na.
3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclohexaamid 34d:
Da das FAB-Massenspektrometer lediglich bis in einen m/e-Bereich von 2000-2100 mißt,
mußte für die massenspektrometrische Analyse des Cyclohexamers auf die MALDI
zurückgegriffen werden.
MS (MALDI):
1
ein einziger Peak bei 2268.63 (M+ + Na; theoret.: 2264.46), sowie in sehr
geringen Intensitäten der Massenpeak und darauffolgend eine Reihe von
sechs weiteren Peaks, jeweils im Abstand von ca. 18 m/z-Einheiten
(sechsmalige Abspaltung von H2O (aus 6 OH-Gruppen) aus dem Molekül).
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.88 (d, 3H, 3 x Amid-NH); 3.96 (m, 3H, 3 x CH-12); 3.80
(m(br), 3H, 3 x CHβ-3); 2.11 (2m, 2 x 3H, 3 x CH2-23); 0.98 (d, 9H, 3 x CH3-21); 0.91 (s,
9H, 3 x CH3-19); 0.67 (s, 9H, 3 x CH3-18)
Das Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C6-Symmetrie des Cyclus.
5. Experimenteller Teil
149
5.2.2.5.2.1.2. Cyclisierung von Boc-DCS-DCS-DCS-DCS-OMe 17a nach AAV VII
Ansatzgröße: 500 mg (0.307 mmol) Boc-DCS-DCS-DCS-DCS-OMe 17a
Der Methylester wurde zunächst nach AAV II verseift und anschleißend ohne weitere
Reinigung den Cyclisierungsbedingungen (AAV VII) unterworfen.
Rohprodukt: 487 mg
Die säulenchromatographische Trennung des Produktgemisches (zunächst Abtrennung des
Dicyclohexylharnstoffes mit 100 % Chloroform, dann Trennung der übrigen Produkte mit
DCM:Hexan:MeOH (Gradient: 20:120:5 –> 50:50:10)) lieferte das reine Cyclotetramer 34c.
Isolierte Ausbeute:
3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotetraamid 34c: 145 mg (0.097 mmol; 31.6 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1516.4 (M+ + Na, 4 %); 1494.4 (M+, 13 %); 460.2 (2 %); 307.0 (20 %);
259.0 (17 %); 154.0 (100 %); 72.1 (86 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.27 (d, 4H, 4 x Amid-NH); 3.98 (m, 4H, 4 x CH-12); 3.75
(m(br), 4H, 4 x CHβ-3); 2.18-2.10 u. 2.08-2.00 (2m, 2 x 4H, 4 x CH2-23); 0.97 (d, 12H, 4 x
CH3-21); 0.90 (s, 12H, 4 x CH3-19); 0.67 (s, 12H, 4 x CH3-18)
Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C4-Symmetrie des Cyclus.
5.2.2.5.2.1.3. Cyclisierung von Boc-CHS-CHS-CHS-OMe 19a nach AAV VII
Ansatzgröße: 500 mg (0.389 mmol) Boc-CHS-CHS-CHS-OMe 19a
Der Methylester wurde zunächst nach AAV II verseift und anschleißend ohne weitere
Reinigung den Cyclisierungsbedingungen (AAV VII) unterworfen.
Ähnlich wie bei der unsystematischen Oligocyclisierung trat auch hier bei der Aufarbeitung
eine kleine Menge Präzipitat auf (16 mg), welche zunächst isoliert wurde. Die
kernresonanzspektroskopische und massenspektrometrische Analyse zeigte, dass es etwa
30-50 % Cyclotrimer 35b enthielt. Eine Reinisolierung gelang jedoch aufgrund der schlechten
Löslichkeit nicht. Die organische Phase wurde nach der Aufarbeitung eingeengt und
anschließend nochmals in wenig Chloroform aufgenommen. Daraus kristallisierten langsam
würfelförmige Kristalle, die mittels MALFI und NMR als Cyclohexamer 35d identifiziert
werden konnten. Eine Bestimmung der Kristallstruktur gelang leider bislang nicht.
5. Experimenteller Teil
150
Isolierte Ausbeute:
3α-Aminocholsäure-Cyclohexaamid 35d: 148 mg (0.063 mmol; 32.6 % der Theorie)
Analytische Daten:
Da das FAB-Massenspektrometer lediglich bis in einen m/e-Bereich von 2000-2100 mißt,
mußte für die massenspektrometrische Analyse des Cyclohexamers auf die MALDI
zurückgegriffen werden.
MS (MALDI):
ein einziger Peak bei 2363.41 (M+ + Na; theoret.: 2360.45), sowie in sehr
geringer Intensität der Massenpeak. Weitere Peaks traten oberhalb von 500
nicht auf bzw. waren in unterschiedlichen Matrizes nicht reproduzierbar,
woraus sich schließen läßt, dass es sich hierbei um Matrixeffekte handelt.
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.78 (d, 6H, 6 x Amid-NH); 3.95 (m, 6H, 6 x CH-12); 3.95 (m,
6H, 6 x CH-7); 3.64 (m(br), 6H, 6 x CHβ-3); 0.98 (d, 18H, 6 x CH3-21); 0.89 (s, 18H, 6 x
CH3-19); 0.67 (s, 18H, 6 x CH3-18)
Das Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C6-Symmetrie des Cyclus.
5.2.2.5.2.1.4. Cyclisierung von Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe 20a
Ansatzgröße: 500 mg (0.296 mmol) Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe 20a
Der Methylester wurde zunächst nach AAV II verseift und anschleißend ohne weitere
Reinigung den Cyclisierungsbedingungen (AAV VII) unterworfen.
Bereits während der Reaktion trat eine größere Menge Präzipitat auf, die zunächst abgetrennt
wurde. Auch bei der weiteren Aufarbeitung traten kleinere Mengen Präzipitat auf, die jeweils
gesondert untersucht wurden. Das bereits während der Reaktion ausgefallene Präzipitat
konnte als Cyclotetramer identifiziert werden. Aufgrund der sehr schlechten Löslichkeit des
Präzipitats (es löste sich lediglich in DMSO) gelang eine weitere Reinigung jedoch bislang
nicht.
Isolierte Ausbeute:
3α-Aminocholsäure-Cyclotetraamid 35c: 234 mg (0.150 mmol; 50.7 % der Theorie)
5. Experimenteller Teil
MS (MALDI):
151
Peaks bei 1580.12 (M+ + Na; theoret.: 1580.30), 1602.11 (M+ + 2Na),
1624.13 (M+ + 3Na), sowie in sehr geringer Intensität der Massenpeak. In
DHB-Matrix traten oberhalb von 500 weitere Peaks auf, jedoch waren sie
in aCN-Matrix nicht reproduzierbar, woraus sich schließen läßt, dass es
sich hierbei möglicherweise um Matrixeffekte handelt.
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.65 (d, 4H, 4 x Amid-NH); 4.05 (br, 2 x 4H, C7-OH u.
C12-OH); 3.78 (m, 4H, 4 x CH-12); 3.61 (m, 4H, 4 x CH-7); 3.29 (m(br), 4H, 4 x CHβ-3);
0.90 (d, 12H, 4 x CH3-21); 0.83 (s, 12H, 4 x CH3-19); 0.58 (s, 12H, 4 x CH3-18)
Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C4-Symmetrie des Cyclus.
5.2.2.5.2.2. Cyclisierung gemischter L-Aminosäure-/3α
α-Aminocholansäure-Oligoamide
(Typ 2)
5.2.2.5.2.2.1. Cyclisierung von Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe 26a
Ansatzgröße: 500 mg (0.333 mmol) Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe 26a
Der Methylester wurde zunächst nach AAV II verseift und anschleißend ohne weitere
Reinigung den Cyclisierungsbedingungen (AAV VII) unterworfen.
Das
Rohprodukt
DCM:Hexan:MeOH
(480
mg)
20:120:2.5;
wurde
die
säulenchromatographisch
noch
mit
gereinigt
Dicyclohexylharnstoff
(Laufmittel
verunreinigte
Produktfraktion wurde nochmals chromatographiert. Laufmittel: zunächst Chloroform 100 %,
danach DCM:Hexan:MeOH 50:50:10). Das Produkt (Cyclotrimer 36) kristallisiert aus
DCM/MeOH. Höhere Cyclooligomere konnten nicht isoliert bzw. gefunden werden.
Isolierte Ausbeute:
3α-Valinylaminolithocholsäure-Cyclotriamid 36: 220 mg (0.161 mmol; 48.3 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1369.7 (M+, 6 %); 457.2 (2 %); 412.2 (1 %); 358.2 (2 %); 121.1 (5 %); 72.1
(100 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.28 (d, 3H, 3 x Amid-NH (LCS)); 6.10 (d, 3H, 3 x Amid-NH
(Val)); 4.56 (m, 3H, 3 x CHα (Val)); 3.64 (m(br), 3H, 3 x CHβ-3 (LCS)); 2.21-2.16 u.
2.07-2.01 (2m, 2 x 3H, 3 x CH2-23); 0.95 (d, 9H, 3 x CH3-21 (LCS)); 0.92 (s, 9H, 3 x CH3-19
(LCS)); 0.90 u. 0.89 (2d, 2 x 9H, 6 x CH3 (Val)); 0.67 (s, 9H, 3 x CH3-18 (LCS))
Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C3-Symmetrie des Cyclus.
5. Experimenteller Teil
152
5.2.2.5.2.2.2. Cyclisierung von Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 28a
Ansatzgröße: 500 mg (0.251 mmol) Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 28a
Der Methylester wurde zunächst nach AAV II verseift und anschleißend ohne weitere
Reinigung den Cyclisierungsbedingungen (AAV VII) unterworfen.
Das Rohprodukt (358 mg) wurde säulenchromatographisch gereinigt (Laufmittel: zunächst
Chloroform 100%, dann DCM:Hexan:MeOH, Gradient: 20:240:5 –> 20:120:5 –> 20:60:5).
Das Produkt (Cyclotrimer) kristallisiert aus DCM/MeOH. Höhere Cyclooligomere konnten
nicht isoliert bzw. gefunden werden.
Isolierte Ausbeute an 3α-([ε-benzyloxycarbonylamino]lysinylamino)-Lithocholsäure-Cyclotriamid 37: 87 mg (0.047 mmol; 18.6 % der Theorie)
MS (FAB, m/e): 1878.8 (M+ + Na, 0.2 %); 1856.8 (M+ (theor. 1859.7), 0.6 %); 1423.6
(0.6 %); 804.3 (1.5 %); 663.3 (0.7 %); 540.1 (0.8 %); 402.1 (1 %); 225.1
(21.2 %); 154.0 (26 %); 91.0 (100 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.08 (d, 3 x 1H, 3 x Amid-NH (LCS)); 7.33-7.26 (m, 3 x 5H,
3 x Phenyl-H der Z-Schutzgruppe); 6.17 (d, 3 x 1H, 3 x Amid-NH (Lys)); 5.03 (s, 3 x 2H, 3 x
CH2(Z)); 5.03 (t, 3 x 1H, 3 x Z-NH); 4.72 (m, 3 x 1H, 3 x CHα (Lys)); 3.59 (m(br), 3 x 1H,
3 x CHβ-3 (LCS)); 3.09 (m, 3 x 2H, 3 x CH2ε (Lys)); 2.15 u. 1.96 (2m, 3 x 2H, 3 x CH2-23
(LCS)); 0.92 (s, 3 x 3H, 3 x CH3-19 (LCS)); 0.91 (d, 3 x 3H, 3 x CH3-21 (LCS)); 0.65 (s, 3 x
3H, 3 x CH3-18 (LCS))
Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C3-Symmetrie des Cyclus.
5. Experimenteller Teil
153
5.2.2.5.2.2.3. Cyclisierung von Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe 30a
Ansatzgröße: 400 mg (0.258 mmol) Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe 30a
Der Methylester wurde zunächst nach AAV II verseift (Ausbeute: 373 mg; 0.243 mmol;
94.2 % d. Th.) und anschleißend ohne weitere Reinigung den Cyclisierungsbedingungen
(AAV VII) unterworfen.
Das Rohprodukt (ca. 380 mg) wurde säulenchromatographisch gereinigt (Laufmittel: zunächst
Chloroform 100%, dann DCM:Hexan:MeOH 20:120:5). Dabei konnten zwei Produkte isoliert
werden, von denen eines als Cyclotrimer (38a) identifiziert werden konnte und das andere die
doppelte Masse und einen doppelten Signalsatz im NMR aufwies.
Isolierte Ausbeute:
3α-Valinylaminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 38a: 113 mg (0.080 mmol; 32.8 % d. Th.)
3α-Valinylaminodesoxycholsäure-Cyclohexaamid 38b: 75 mg (0.026 mmol; 21.8 % d. Th.)
Analytische Daten:
3α-Valinylaminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 38a:
MS (FAB, m/e): 1418.2 (M+, 5 %); 541.1 (4 %); 397.1 (9 %); 307.1 (22 %); 235.1 (56 %);
163.0 (100 %); 91.0 (76 %)
1
H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.09 (d, 3H, 3 x Amid-NH (DCS)); 6.07 (d, 3H, 3 x Amid-NH
(Val)); 4.58 (m, 3H, 3 x CHα (Val)); 3.93 (m, 3H, 3 x CH-12 (DCS)); 3.50 (m(br), 3H, 3 x
CHβ-3 (DCS)); 2.25 u. ~2.03 (2m, 2 x 3H, 3 x CH2-23); 0.98 (d, 9H, 3 x CH3-21 (DCS));
0.90 (s, 9H, 3 x CH3-19 (DCS)); 0.89 u. 0.87 (2d, 2 x 9H, 6 x CH3 (Val)); 0.66 (s, 9H, 3 x
CH3-18 (DCS))
Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C3-Symmetrie des Cyclus.
5. Experimenteller Teil
154
3α-Valinylaminodesoxycholsäure-Cyclohexaamid 38b:
MS (MALDI):
in DHB-Matrix ein einziger Peak bei 2864.62 (M+ + Na; theoret.: 2858.26),
sowie in sehr geringer Intensität der Massenpeak (bei 2842.44). Weitere
Peaks traten oberhalb von 500 nicht auf bzw. waren in aCN-Matrix nicht
reproduzierbar, woraus sich schließen läßt, dass es sich hierbei um
Matrixeffekte handelt.
1
H-NMR (CDCl3, 600 MHz): zwei Signalsätze (A und B): 7.80 (d, 3H, 3 x Amid-NH (ValA));
7.76 (d, 3H, 3 x Amid-NH (DCSB)); 6.85 (d, 3H, 3 x Amid-NH (DCSA)); 6.08 (d, 3H, 3 x
Amid-NH (ValB)); 4.63 (dd, 3H, 3 x CHα (ValB)); 3.90 (m(br), 3H, 3 x CH-12 (DCSB)); 3.85
(m(br), 3H, 3 x CH-12 (DCSA)); 3.77 (dd, 3H, 3 x CHα (ValA)); 3.77 (m(br), 3H, 3 x CHβ-3
(DCSA)); 3.40 (m(br), 3H, 3 x CHβ-3 (DCSB)); 2.43-2.37 u. 2.32-2.26 (2m, 2 x 3H, 3 x
CH2-23 (DCSB)); 1.07 u. 1.00 (2d, 2 x 9H, 6 x CH3 (ValA)); 1.01 (d, 9H, 3 x CH3-21 (DCSB));
0.97 u. 0.91 (2d, 2 x 9H, 6 x CH3 (ValB)); 0.94 (d, 9H, 3 x CH3-21 (DCSA)); 0.86 (s, 9H, 3 x
CH3-19 (DCSB)); 0.84 (s, 9H, 3 x CH3-19 (DCSA)); 0.69 (s, 9H, 3 x CH3-18 (DCSB)); 0.60 (s,
9H, 3 x CH3-18 (DCSA))
13
C-NMR (CDCl3, 100 MHz): (Es sind nur Verschiebungen angegeben, die sicher zugeordnet
werden konnten) 74.39 (C12 DCSA); 73.14 (C12 DCSB); 60.65 (Cα ValA); 58.03 (Cα ValB);
49.61 (C3 DCSB); 46.71 (C3 DCSA); 38.13 (C21 DCSA); 34.52 (C21 DCSB); 34.35 (C23 (o.
C22) DCSA); 31.88 (C22 (o. C23) DCSA); 31.78 (Cβ ValA); 31.64 (C23 DCSB); 31.03 (Cβ
DCSB); 30.44 (C22 DCSB); 22.57 (C19 DCSB); 22.33 (C19 DCSA); 13.07 (C18 DCSA); 12.43
(C18 DCSB)
5.2.2.5.2.2.4. Cyclisierung von Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe 32a
Ansatzgröße: 400 mg (0.250 mmol) Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe 32a
Der Methylester wurde zunächst nach AAV II verseift und anschleißend ohne weitere
Reinigung den Cyclisierungsbedingungen (AAV VII) unterworfen.
Bereits während der Reaktion trat eine größere Menge Präzipitat auf, die zunächst abgetrennt
wurde. Auch bei der weiteren Aufarbeitung traten kleinere Mengen Präzipitat auf, die jeweils
gesondert untersucht wurden. Das bereits während der Reaktion ausgefallene Präzipitat
konnte bislang nicht sicher identifiziert werden, es gibt jedoch Hinweise darauf, dass es
hauptsächlich aus cyclo-(Val-CHS)3 39 besteht. Aufgrund der sehr schlechten Löslichkeit des
Präzipitats (es löste sich lediglich in DMSO) gelang eine Reinisolierung bisher nicht.
Isolierte Ausbeute (Präzipitat): 198 mg (0.135 mmol; 54.0 % der Theorie; jeweils unter der
Voraussetzung, dass es sich tatsachlich um 3α-Valinylaminocholsäure-Cyclotriamid 39
handelt)
5. Experimenteller Teil
155
analytische Daten (Präzipitat):
MS (FAB, m/e): Ein Massenpeak, der der Masse von Cyclo-(CHS)3 entspricht (1466.13),
konnte nicht gefunden werden. 1528.5 (5 %); 1506.5 (4 %); 1484.5 (9 %);
329.1 (22 %); 176.0 (56 %); 72.1 (100 %)
MALDI:
Peaks bei 1531.5 und 1508.5 (in DHB-Matrix).
1
H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): Da das Präzipitat auch in DMSO nur schlecht löslich war,
waren alle NMR-Signale stark verbreitert. Eine sichere Zuordnung war deshalb nicht möglich.
6. Literaturverzeichnis
156
6. Literaturverzeichnis
[1] Für Übersichten zur Supramolekularen Chemie siehe z.B.
J.-M. Lehn, Supramolecular Chemistry, VCH, 1995;
F. Vögtle, Supramolekulare Chemie, Teubner, 1989.
[2] J. Gante, Angew. Chem. 1994, 106, 1780-1802;
D.S. Kemp, Trends Biotechnol. 1990, 8, 249;
R. Hirschmann, Angew. Chem. 1991, 103, 1305-1330;
A. Giannis, T. Kolter, Angew. Chem. 1993, 105, 1303-1326;
M. Kahn, Synlett. 1993, 821;
K. Müller, D. Obrecht, A. Knierzinger, C. Stankovic, C. Spiegler, W. Bannwarth,
A. Trzeciak, G. Englert, A.M. Labhardt, P. Schönholzer, Perspect. Med. Chem. 1993,
513-531.
[3] H.-J. Schneider, A. Yatsimirsky, Principles and Methods in Supramolecular
Chemistry, Wiley, 2000;
siehe außerdem Ref. [1].
[4] C.J. Pedersen, J. Am. Chem. Soc. 1967, 89, 2495-2496;
C.J. Pedersen, J. Am. Chem. Soc. 1967, 89, 7017-7036;
C.J. Pedersen, Angew. Chem. 1988, 100, 1053-1059.
[5] B. Dietrich, J.-M. Lehn, J.-P. Sauvage, Tetrahedron Lett. 1969, 2885-2888;
B. Dietrich, J.-M. Lehn, J.-P. Sauvage, Tetrahedron Lett. 1969, 2889-2892;
J.-M. Lehn, Angew. Chem. 1988, 100, 91-116.
[6] E.P. Kyba, R.C. Helgeson, K. Modan, G.W. Gokel, T.L. Tarnowski, S.S. Moore,
D.J. Cram, J. Am. Chem. Soc. 1977, 99, 2564-2571;
D.J. Cram, Angew. Chem. 1988, 100, 1041-1052.
[7] Eine Übersicht hierzu gibt beispielsweise:
A.P. Davis, Chem. Soc. Rev. 1993, 243-253.
[8] J. Inanaga, K. Hirata, H. Saeki, T. Katusi, M. Yamaguchi, Bull Chem. Soc. Jpn. 1979,
52, 1989.
[9] R.P. Bonar-Law, J.K.M. Sanders, Tetrahedron Lett. 1992, 33, 2071-2074.
[10] K. Lappalainen, E. Kolehmainen, Liebigs Ann. / Recueil 1997, 1965-1968.
[11] R.P. Bonar-Law, L.G. Mackay, C.J. Walter, V. Marvaud, J.K.M. Sanders,
Pure Appl. Chem. 1994, 66, 803-810.
[12] P.A. Brady, J.K.M. Sanders, J. Chem. Soc. Perkin Trans. 1 1997, 3237-3253.
[13] S.J. Rowan, J.K.M. Sanders, J. Org. Chem. 1998, 63, 1536-1546.
[14] A.P. Davis, J.F. Gilmer, J.J. Perry, Angew. Chem. 1996, 108, 1410-1413.
[15] R.P. Bonar-Law, A.P. Davis, B.A. Murray, Angew. Chem. 1990, 102, 1497-1499.
R.P. Bonar-Law, A.P. Davis, J. Chem. Soc. Chem. Commun. 1989, 102, 1050-1052.
[16] D. Albert, M. Feigel, Helv. Chim. Acta 1997, 80, 2168-2181.
D. Albert, M. Feigel, Tetrahedron Lett. 1994, 35, 565-568.
[17] D. Albert, Dissertation, Universität Erlangen-Nürnberg, 1997.
6. Literaturverzeichnis
157
[18] G. Wess, K. Bock, H. Kleine, M. Kurz, W. Guba, H. Hemmerle, E. Lopez-Calle,
K.H. Baringhaus, H. Glombik, A. Ehnsen, W. Kramer, Angew. Chem. 1996, 108,
2363-2366;
R. Hirschmann, P.A. Sprengeler, T. Kawasaki, J.W. Leahy, W.C. Shakespeare,
A.B. Smith, Tetrahedron 1993, 9, 3665.
[19] U. Maitra, B.G. Bag, P. Rao, D. Powell, J. Chem. Soc. Perkin Trans. 1 1995,
3237-3253;
R. Breslow, Acc. Chem. Res. 1980, 13, 170-177.
[20] J.P. Guthrie, P.A. Cullimore, R.S. McDonald, S. O’Leary, Can J. Chem. 1982,
60, 747-764;
T. Oost, A. Filippazzi, M. Kalesse, Liebigs Ann. / Recueil 1997, 1005-1011.
[21] H. De Muynck, A. Madder, N. Farcy, P.J. De Clercq, M. Nieves Pérez-Payán,
L.M. Öhberg, A.P. Davis, Angew. Chem. 2000, 112, 149-152.
[22] A.P. Davis, S. Dresen, L. J. Lawless, Tetrahedron Lett. 1997, 4305-4308,
S. Broderick, A.P. Davis, R.P. Williams, Tetrahedron Lett. 1998, 6083-6086,
P.L. Anelli, L. Lattuada, F. Uggeri, Synth. Commun. 1998, 28, 109-117.
[23] A.S. Jones, M. Webb, F. Smith, J. Chem. Soc. 1949, 2164-2168.
M.J. Redel, A. Bouteville, B. Gauthier, N.H. Quy, Bull. Soc. Chim. Fr. 1949, 877-881.
[24] A.M. Bellini, M.P. Quaglio, M. Guarneri, Farmaco Ed. Sci. 1986, 41, 401-407,
A.M. Bellini, E. Mencini, M.P. Quaglio, M. Guarneri, A. Fini, Steroids 1991,
56, 395-398.
[25] R.A. Leppik, Steroids 1983, 41, 475-484.
[26] K.Y. Tserng, P.D. Klein, Steroids 1977, 29, 635-648.
[27] J. Jones, Synthese von Aminosäuren und Peptiden, Basistext Cemie 6, VCH 1995, 22f.
[28] H. Grießer, M. Kroner, U. Schmidt, Synthesis 1991, 294-300.
[29] R. Benn, H. Günther, Angew. Chem. 1983, 95, 381-411,
H. Kessler, Angew. Chem. 1982, 94, 509-520.
[30] U. Platini, O.W. Sörensen, R.R. Ernst, J. Am. Chem. Soc. 1982, 104, 6800-6801,
M.R. Rance, O.W. Sörensen, G. Bodenhauser, G. Wagner, R.R. Ernst, K. Wüthrich,
Biochem. Biophys. Rev. Commun. 1983, 117, 458,
A.J. Shaka, R. Freeman, J. Magn. Res. 1983, 51, 169-173,
N. Müller, R.R. Ernst, K. Wüthrich, J. Am. Chem. Soc. 1986, 108, 6482-6492.
[31] L. Braunschweiler, R.R. Ernst, J. Magn. Res. 1983, 53, 521-528,
A. Bax, D.G. Davis, J. Magn. Res. 1985, 65, 355-360.
[32] D. Neuhaus, M. Williamson, The Nuclear Overhauser Effect in Structural and
Conformational Analysis, VCH New York 1995.
[33] A.A. Bothner-By, R. Richard, L. Stephens, J. Lee, C.D. Warren, R.W. Jeanloz,
J. Am. Chem. Soc. 1984, 106, 811-813,
A. Bax, D.G. Davis, J. Magn. Res. 1985, 63, 207-213,
D. Neuhaus, J. Keeler, J. Magn. Res. 1986, 68, 568-574,
H. Kessler, C. Griesinger, R. Keerseebaum, K. Wagner, R.R. Ernst,
J. Am. Chem. Soc. 1987, 109, 607-609,
R. Brüschweiler, B. Roux, M. Blackledge, C. Griesinger, M. Karplus, R.R. Ernst,
J. Am. Chem. Soc. 1992, 114, 2289-2302.
6. Literaturverzeichnis
158
[34] A. Bax, R.H. Griffey, B.L. Hawkins, J. Magn. Res. 1983, 55, 301-315,
A. Bax, S. Subramanian, J. Magn. Res. 1986, 67, 565-569.
[35] A. Bax, M.F. Summers, J. Am Chem. Soc. 1986, 108, 2093-2094.
[36] T.S. Haque, J.C. Little, S.H. Gellman, J. Am. Chem. Soc. 1996, 118, 6975-6985.
[37] M. Madison, M. Atreyi, C.M. Deber, E.R. Blout, J. Am. Chem. Soc. 1974,
96, 6725-6734,
L.G. Pease, C. Watson, J. Am. Chem. Soc. 1978, 100, 1279-1286,
W. Hehlein, H. Kessler, R. Schuck, J. Am. Chem. Soc. 1982, 104, 4534-4540.
[38] W.J. Hehre, L. Radom, P.v.R. Schleyer, J.A. Pople, Ab initio Molecular Orbital
Theory, Wiley New York 1986.
[39] M.J.S. Dewar, W.J.Thiel, J. Am Chem. Soc. 1977, 99, 4899-4907;
M.J.S. Dewar, W.J.Thiel, J. Am Chem. Soc. 1977, 99, 4907-4917;
M.J.S. Dewar, M.L. McKee, J. Am Chem. Soc. 1977, 99, 5231-5241.
[40] M.J.S. Dewar, E.G. Zoebisch, E.F. Healy, J.J.P. Stewart, J. Am Chem. Soc. 1985,
107, 3902.
[41] J.J.P. Stewart, J. Comp. Chem. 1989, 10, 209-220 und 221-264.
[42] K.B. Lipkowitz, N.L. Allinger, QCPE Bull. 1987, 7.
[43] N.L. Allinger, Y.H. Yuh, H. Lii, J. Am Chem. Soc. 1989, 111, 8551-8566;
N.L. Allinger, H. Lii, J. Am Chem. Soc. 1989, 111, 8566-8575;
N.L. Allinger, H. Lii, J. Am Chem. Soc. 1989, 111, 8576-8582.
[44] B.R. Brooks, R.E. Bruccoleri, B.D. Olafson, D.J. States, S. Swaminathan, M. Karplus,
J. Comp. Chem. 1983, 4, 187-217.
[45] S.J. Weiner, P.A. Kollman, D.A. Case, U.C. Singh, C. Ghio, G. Alagona, S. Profeta Jr.,
P. Weiner, J. Am Chem. Soc. 1984, 106, 765-784;
S.J. Weiner, P.A. Kollman, D.T. Nguyen, D.A.Case, J. Comp. Chem. 1986, 7, 230-252.
[46] E. Osaura, H. Musso, Angew. Chem. 1983, 95, 1-12.
[47] A.P. Davis, J.J. Walsh, J. Chem. Soc. Chem. Commun. 1996, 449-451;
A.P. Davis, S. Menzer, J.J. Walsh, D.J. Williams, J. Chem. Soc. Chem. Commun. 1996,
453-455.
[48] siehe beispielsweise:
F. Vögtle, S. Meier, R. Hoss, Angew. Chem. 1992, 104, 1628;
S. Ottens-Hildebrandt, S. Meier, W. Schmidt, F. Vögtle, Angew. Chem. 1994,
106, 1818;
S. Ottens-Hildebrandt, M. Nieger, K. Rissanen, J. Rouvinen, S. Meier, G. Harder,
F. Vögtle, J. Chem. Soc. Chem. Commun. 1995, 777;
A. Andrievsky, F. Ahuis, J.L. Sessler, F. Vögtle, D. Gudat, M. Moini,
J. Am. Chem. Soc. 1998, 120, 9712-9713;
F. Vögtle, O. Safarowsky, C. Heim, A. Affeld, O. Braun, A. Mohry,
Pure & Appl. Chem. 1999, 71, 247-251;
eine vollständige Literaturübersicht findet sich im Internet unter der Adresse
http://www.chemie.uni-bonn.de/oc/ak_vo/catenan/def.htm
6. Literaturverzeichnis
159
[49] O. Safarowsky, M. Nieger, R. Fröhlich, F. Vögtle, Angew. Chem. 2000,
112, 1699-1701;
F. Vögtle, A. Hünten, E. Vogel, S. Buschbeck, O. Safarowsky, J. Recker,
A.-H. Parham, M. Knott, W.M. Müller, Y. Okamoto, T. Kubota, W. Lindner,
E. Francotte, S. Grimme, Angew. Chem. 2001, 113, 2534-2537;
siehe außerdem im Internet unter der Adresse:
http://www.chemie.uni-bonn.de/oc/ak_vo/knots/def.htm
[50] R. Schwyzer, B. Iselin, H. Kappeler, B. Riniker, W. Rittel, H. Zuber,
Helv. Chim. Acta 1958, 41, 1273-1286,
M. Brenner, W. Huber, Helv. Chim. Acta 1953, 36, 1109-1115.
[51] E. Wünsch, Houben-Weyl, Methoden der Organischen Chemie, Bd. XV/1, Synthesen
von Peptiden I, 4. Auflage, Thieme Verlag, Stuttgart 1974,
O. Keller, W. Keller, G. van Lock, G. Wersin, Org. Synth. 1980, 63, 129.
[52] U. Ragnarsson, S. Karlsson, G. Lindeberg, Acta Chem. Scand. 1970, 24, 2821-2825.
[53] S. Yamada, Y. Kasai, T. Shioiri, Tetrahedron Lett. 1973, 1595-1598,
T. Shioiri, Y. Yokohama, Y. Kasai, S. Yamada, Tetrahedron 1976, 32, 2211-2217,
Y. Hamada, S. Rishi, T. Shioiri, S. Yamada, Chem. Pharm. Bull. 1977, 25, 224-230.
[54] J.C. Sheehan, S.L. Ledis, J. Am. Chem. Soc. 1973, 95, 875-879.
Anhang A
160
Anhang A
Röntgenstrukturdaten zu 3-Oxo-Desoxycholsäure 6b.
Table 1.
Crystal data and structure refinement for C24H30O4.CH3OH 6b.
Empirical formula
C24 H30 O4 CH3OH
Formula weight
450.55
Temperature
293(2) K
Wavelength
0.71073 Å
Crystal system
Orthorhombic
Space group
P2(1)2(1)2(1)
Unit cell dimensions
a = 7.0270(14) Å
b = 13.274(3) Å
c = 26.441(5) Å
Volume, Z
2466.3(9) Å3,
Density (calculated)
1.213 Mg/m3
Absorption coefficient
0.082 mm-1
F(000)
968
Crystal size
0.30 x 0.25 x 0.20 mm
Theta range for data collection
1.54 to 24.98°
Limiting indices
0<=h<=8, 0<=k<=15, 0<=l<=31
Reflections collected
2502
Independent reflections
2502 [R(int) = 0.0000]
Refinement method
Full-matrix least-squares on F2
Data / restraints / parameters
2491 / 0 / 270
Goodness-of-fit on F2
1.020
alpha = 90°
beta = 90°
gamma = 90°
4
Final R indices [I>2σ(I)]
R1 = 0.0795, wR2 = 0.2074
R indices (all data)
R1 = 0.1638, wR2 = 0.2884
Absolute structure parameter
4(5)
Largest diff. peak and hole
0.620 and -0.203 e.Å-3
Anhang A
161
Table 2. Atomic coordinates ( x 104) and equivalent isotropic
displacement parameters (Å2 x 103) for C24H30O4.CH3OH 6b. U(eq) is
defined as one third of the trace of the orthogonalized Uij tensor.
________________________________________________________________
x
y
z
U(eq)
________________________________________________________________
C(1)
5974(12)
4874(6)
1473(3)
52(2)
C(2)
5228(13)
4780(6)
2018(3)
53(2)
C(3)
3418(15)
4182(6)
2030(3)
54(2)
O(3)
3158(11)
3512(5)
2343(2)
77(2)
C(4)
1950(13)
4446(6)
1642(3)
50(2)
C(5)
2731(12)
4607(5)
1108(3)
42(2)
C(6)
1174(13)
4982(6)
753(3)
50(2)
C(7)
634(13)
6075(5)
852(3)
46(2)
C(8)
2330(12)
6796(5)
869(3)
40(2)
C(9)
3863(11)
6393(5)
1238(3)
35(2)
C(10)
4524(12)
5293(5)
1095(3)
41(2)
C(11)
5490(12)
7154(5)
1301(3)
42(2)
C(12)
4791(12)
8198(6)
1475(3)
41(2)
O(12)
3989(9)
8107(4)
1974(2)
53(2)
C(13)
3291(12)
8631(5)
1108(3)
37(2)
C(14)
2098(11)
9547(5)
1294(3)
40(2)
C(15)
244(13)
9456(6)
962(3)
54(2)
C(16)
152(14)
8390(5)
756(3)
54(2)
C(17)
1693(11)
7836(5)
1051(3)
37(2)
C(18)
4271(13)
8872(6)
601(3)
47(2)
C(19)
5456(15)
5261(7)
571(3)
62(3)
C(20)
2921(13)
10612(5)
1297(3)
45(2)
C(21)
4778(15)
10710(7)
1582(4)
72(3)
C(22)
1455(15)
11397(6)
1475(3)
53(3)
C(23)
783(16)
11265(7)
2020(3)
64(3)
C(24)
-704(13)
11999(6)
2170(3)
49(2)
O(241)
-1492(10)
12602(4)
1902(2)
68(2)
O(242)
-1172(12)
11890(5)
2659(2)
88(3)
C(3')
-75(29)
2666(16)
-129(7)
95(6)
C(2')
3231(31)
2650(16)
-134(7)
99(6)
C(1')
1591(34)
2375(17)
110(8)
110(7)
________________________________________________________________
Anhang A
162
Table 3a.
Bond lengths [Å] for C24H30O4.CH3OH 6b.
_____________________________________________________________
C(1)-C(10)
C(1)-C(2)
C(1)-H(11)
C(1)-H(12)
C(2)-C(3)
C(2)-H(21)
C(2)-H(22)
C(3)-O(3)
C(3)-C(4)
C(4)-C(5)
C(4)-H(41)
C(4)-H(42)
C(5)-C(6)
C(5)-C(10)
C(5)-H(5)
C(6)-C(7)
C(6)-H(61)
C(6)-H(62)
C(7)-C(8)
C(7)-H(71)
C(7)-H(72)
C(8)-C(17)
C(8)-C(9)
C(8)-H(8)
C(9)-C(11)
C(9)-C(10)
C(9)-H(9)
C(10)-C(19)
C(11)-C(12)
C(11)-H(111)
C(11)-H(112)
C(12)-O(12)
C(12)-C(13)
C(12)-H(12)
O(12)-H(121)
C(13)-C(18)
C(13)-C(17)
1.531(11)
1.539(11)
0.97
0.97
1.500(13)
0.97
0.97
1.228(9)
1.495(12)
1.531(11)
0.97
0.97
1.524(11)
1.555(11)
0.98
1.523(10)
0.97
0.97
1.529(11)
0.97
0.97
1.529(10)
1.548(10)
0.98
1.534(10)
1.578(9)
0.98
1.533(11)
1.541(10)
0.97
0.97
1.441(9)
1.544(11)
0.98
0.82
1.541(10)
1.548(10)
C(13)-C(14)
C(14)-C(20)
C(14)-C(15)
C(14)-H(14)
C(15)-C(16)
C(15)-H(151)
C(15)-H(152)
C(16)-C(17)
C(16)-H(161)
C(16)-H(162)
C(17)-H(17)
C(18)-H(181)
C(18)-H(182)
C(18)-H(183)
C(19)-H(191)
C(19)-H(192)
C(19)-H(193)
C(20)-C(21)
C(20)-C(22)
C(20)-H(20)
C(21)-H(211)
C(21)-H(212)
C(21)-H(213)
C(22)-C(23)
C(22)-H(221)
C(22)-H(222)
C(23)-C(24)
C(23)-H(231)
C(23)-H(232)
C(24)-O(241)
C(24)-O(242)
O(242)-H(242)
C(3')-C(1')
C(3')-C(2')#1
C(2')-C(1')
C(2')-C(3')#2
1.556(10)
1.528(10)
1.575(12)
0.98
1.518(11)
0.97
0.97
1.524(11)
0.97
0.97
0.98
0.96
0.96
0.96
0.96
0.96
0.96
1.511(13)
1.539(11)
0.98
0.96
0.96
0.96
1.526(11)
0.97
0.97
1.482(12)
0.97
0.97
1.204(9)
1.343(10)
0.82
1.39(2)
1.44(2)
1.37(3)
1.44(2)
_____________________________________________________________
Symmetry transformations used to generate equivalent atoms:
#1 x-1/2,-y+1/2,-z
#2 x+1/2,-y+1/2,-z
ı
Anhang A
163
Table 3b.
Binding angles [°] for C24H30O4.CH3OH 6b.
(angles with C-H-bonds not listed)
_____________________________________________________________ ı
C(10)-C(1)-C(2)
114.4(7)
C(3)-C(2)-C(1)
110.6(7)
O(3)-C(3)-C(4)
121.9(9)
O(3)-C(3)-C(2)
121.6(8)
C(4)-C(3)-C(2)
116.5(7)
C(3)-C(4)-C(5)
114.7(7)
C(6)-C(5)-C(4)
110.8(7)
C(6)-C(5)-C(10)
112.2(6)
C(4)-C(5)-C(10)
113.1(6)
C(7)-C(6)-C(5)
112.6(7)
C(6)-C(7)-C(8)
114.0(7)
C(7)-C(8)-C(17)
110.2(7)
C(7)-C(8)-C(9)
110.2(6)
C(17)-C(8)-C(9)
108.5(6)
C(11)-C(9)-C(8)
111.1(6)
C(11)-C(9)-C(10)
114.6(6)
C(8)-C(9)-C(10)
112.0(6)
C(1)-C(10)-C(19)
107.1(7)
C(1)-C(10)-C(5)
108.2(6)
C(19)-C(10)-C(5)
110.4(6)
C(1)-C(10)-C(9)
112.1(6)
C(19)-C(10)-C(9)
111.6(6)
C(5)-C(10)-C(9)
107.4(6)
C(9)-C(11)-C(12)
112.8(6)
O(12)-C(12)-C(11)
108.9(6)
O(12)-C(12)-C(13)
109.9(6)
C(11)-C(12)-C(13)
111.4(6)
C(12)-O(12)-H(121)
109.5(4)
C(18)-C(13)-C(12)
108.6(7)
C(18)-C(13)-C(17)
112.5(6)
C(12)-C(13)-C(17)
107.6(6)
C(18)-C(13)-C(14)
110.7(6)
C(12)-C(13)-C(14)
117.4(6)
C(17)-C(13)-C(14)
99.9(6)
C(20)-C(14)-C(13)
121.4(6)
C(20)-C(14)-C(15)
112.8(6)
C(13)-C(14)-C(15)
102.2(6)
C(16)-C(15)-C(14)
107.8(7)
C(15)-C(16)-C(17)
103.7(7)
C(16)-C(17)-C(8)
118.8(6)
C(16)-C(17)-C(13)
103.7(6)
C(8)-C(17)-C(13)
115.7(6)
C(21)-C(20)-C(14)
114.2(7)
C(21)-C(20)-C(22)
111.6(7)
C(14)-C(20)-C(22)
112.0(6)
C(23)-C(22)-C(20)
114.7(7)
C(24)-C(23)-C(22)
113.3(7)
O(241)-C(24)-O(242)
121.7(8)
O(241)-C(24)-C(23)
127.2(8)
O(242)-C(24)-C(23)
111.1(7)
C(24)-O(242)-H(242)
109.5(5)
C(1')-C(3')-C(2')#1
113.4(14)
C(1')-C(2')-C(3')#2
113.0(14)
C(2')-C(1')-C(3')
115(2)
_____________________________________________________________
Symmetry transformations used to generate equivalent atoms:
#1 x-1/2,-y+1/2,-z
#2 x+1/2,-y+1/2,-z
Anhang A
Table 4.
Anisotropic displacement parameters (Å2 x 103) for
C24H30O4.CH3OH 6b. The anisotropic displacement factor exponent takes
the form:
-2 π2 [ h2 a*2 U11 + ... + 2 h k a* b* U12 ]
_______________________________________________________________________
U11
U22
U33
U23
U13
U12
_______________________________________________________________________
C(1)
50(5)
42(5)
64(6)
2(4)
-3(5)
8(4)
C(2)
63(6)
44(5)
53(5)
7(4)
-10(5)
-4(5)
C(3)
70(6)
50(5)
41(4)
1(4)
-7(5)
3(5)
O(3)
88(5)
79(5)
66(4)
40(4)
-23(4)
-20(4)
C(4)
62(6)
40(4)
48(5)
5(4)
-7(5)
-12(5)
C(5)
60(5)
28(4)
39(4)
-3(3)
1(4)
-4(4)
C(6)
70(6)
39(4)
42(5)
-4(3)
-9(5)
-7(5)
C(7)
51(5)
43(5)
44(4)
3(4)
-13(4)
4(5)
C(8)
57(5)
32(4)
31(4)
-1(3)
2(4)
-9(4)
C(9)
46(4)
31(4)
28(3)
-4(3)
3(4)
-1(4)
C(10)
50(5)
34(4)
38(4)
3(3)
2(4)
-1(4)
C(11)
51(5)
34(4)
41(4)
2(3)
-6(4)
-4(4)
C(12)
39(5)
39(4)
45(4)
2(3)
2(4)
-11(4)
O(12)
72(4)
55(3)
31(3)
-7(2)
-2(3)
-13(3)
C(13)
46(5)
32(4)
33(4)
2(3)
10(4)
0(4)
C(14)
53(5)
36(4)
32(4)
1(3)
11(4)
6(4)
C(15)
52(5)
39(4)
71(6)
1(4)
4(5)
4(5)
C(16)
64(6)
38(4)
60(5)
5(4)
-8(5)
2(5)
C(17)
46(5)
31(4)
33(4)
1(3)
0(4)
-2(4)
C(18)
63(5)
39(4)
39(4)
1(3)
7(4)
-8(5)
C(19)
77(6)
57(5)
51(5)
-2(4)
13(5)
9(6)
C(20)
62(5)
30(4)
42(4)
0(3)
10(4)
-12(4)
C(21)
83(8)
50(6)
81(6)
-14(5)
6(6)
-13(6)
C(22)
84(7)
30(4)
44(5)
1(3)
18(5)
5(5)
C(23)
79(7)
60(5)
53(5)
2(4)
9(5)
16(6)
C(24)
58(6)
34(4)
55(5)
3(4)
5(5)
3(5)
O(241)
89(5)
57(4)
59(4)
6(3)
11(4)
12(4)
O(242) 132(7)
80(5)
50(4)
14(3)
31(4)
48(5)
_______________________________________________________________________
164
Anhang A
Table 5.
Hydrogen coordinates ( x 104) and isotropic
displacement parameters (Å2 x 103) for C24H30O4.CH3OH 6b.
________________________________________________________________
x
y
z
U(eq)
________________________________________________________________
H(11)
7083(12)
5309(6)
1473(3)
62
H(12)
6380(12)
4214(6)
1358(3)
62
H(21)
6179(13)
4452(6)
2227(3)
64
H(22)
4998(13)
5447(6)
2155(3)
64
H(41)
1306(13)
5056(6)
1749(3)
60
H(42)
1010(13)
3911(6)
1631(3)
60
H(5)
3127(12)
3944(5)
982(3)
51
H(61)
1606(13)
4916(6)
407(3)
60
H(62)
55(13)
4562(6)
794(3)
60
H(71)
-39(13)
6114(5)
1172(3)
55
H(72)
-233(13)
6296(5)
589(3)
55
H(8)
2879(12)
6856(5)
530(3)
48
H(9)
3246(11)
6342(5)
1569(3)
42
H(111)
6150(12)
7225(5)
980(3)
51
H(112)
6391(12)
6895(5)
1546(3)
51
H(12)
5879(12)
8659(6)
1489(3)
49
H(121)
4716(56)
8360(57)
2181(4)
63
H(14)
1720(11)
9397(5)
1642(3)
48
H(151)
-872(13)
9597(6)
1166(3)
65
H(152)
285(13)
9937(6)
686(3)
65
H(161)
415(14)
8378(5)
396(3)
65
H(162)
-1089(14)
8093(5)
816(3)
65
H(17)
1177(11)
7734(5)
1392(3)
44
H(181)
5372(41)
9283(31)
662(3)
61
H(182)
3400(26)
9228(32)
386(7)
61
H(183)
4652(62)
8256(6)
440(9)
61
H(191)
5877(74)
4587(12)
501(10)
80
H(192)
6527(52)
5710(34)
565(7)
80
H(193)
4549(29)
5465(41)
320(4)
80
H(20)
3208(13)
10776(5)
944(3)
54
H(211)
5102(45)
11409(7)
1615(20)
93
H(212)
5765(24)
10366(39)
1400(12)
93
H(213)
4645(31)
10416(41)
1912(9)
93
H(221)
2008(15)
12062(6)
1440(3)
64
H(222)
356(15)
11364(6)
1254(3)
64
H(231)
285(16)
10589(7)
2062(3)
77
H(232)
1865(16)
11338(7)
2245(3)
77
H(242)
-2106(99)
12238(67)
2723(11)
105
________________________________________________________________
165
Anhang B
166
Anhang B
Röntgenstrukturdaten zu Boc-Val-LCS-OMe 21a.
Table 1.
Crystal data and structure refinement for C35H60N2O5
21a
Empirical formula
C35 H60 N2 O5
Formula weight
588.85
Temperature
293(2) K
Wavelength
0.71073 Å
Crystal system, space group
Monoclinic,
Unit cell dimensions
a = 12.119(2) Å
b = 9.2831(19) Å
c = 15.603(3) Å
Volume
1749.8(6) Å3
Z, Calculated density
2,
Absorption coefficient
0.073 mm-1
F(000)
648
Crystal size
0.42 x 0.36 x 0.33 mm
θ range for data collection
2.56 to 25.00°
Limiting indices
0<=h<=14, 0<=k<=11, -18<=l<=18
Reflections collected / unique
3427 / 3283 [R(int) = 0.0281]
Completeness to θ = 25.00
99.6 %
Refinement method
Full-matrix least-squares on F2
Data / restraints / parameters
3283 / 3 / 399
Goodness-of-fit on F2
1.040
Final R indices [I>2σ(I)]
R1 = 0.0530, wR2 = 0.0982
R indices (all data)
R1 = 0.1035, wR2 = 0.1174
Largest diff. peak and hole
0.135 and -0.163 e.Å-3
P2(1)
alpha = 90°
beta = 94.55(3)°
gamma = 90°
1.118 Mg/m3
Anhang B
167
Table 2. Atomic coordinates ( x 104) and equivalent isotropic
displacement parameters (Å2 x 103) for C35H60N2O5 21a.
U(eq) is defined as one third of the trace of the orthogonalized
Uij tensor.
________________________________________________________________
x
y
z
U(eq)
________________________________________________________________
C(1)
-2364(4)
2212(5)
2591(3)
56(1)
C(2)
-1230(4)
1761(5)
2315(3)
53(1)
C(3)
-1332(3)
1107(5)
1419(3)
47(1)
C(4)
-2178(3)
-80(5)
1362(3)
50(1)
C(5)
-3306(3)
349(5)
1649(3)
50(1)
C(6)
-4113(4)
-933(6)
1559(3)
65(2)
C(7)
-3782(4)
-2101(6)
2205(3)
59(1)
C(8)
-3658(4)
-1562(5)
3125(3)
50(1)
C(9)
-2889(4)
-224(5)
3227(3)
46(1)
C(10)
-3226(4)
992(5)
2571(3)
52(1)
C(19)
-4341(4)
1675(7)
2760(4)
80(2)
C(11)
-2757(5)
251(5)
4184(3)
69(2)
C(12)
-2338(5)
-969(5)
4783(3)
62(1)
C(13)
-3068(4)
-2332(5)
4696(3)
49(1)
C(18)
-4190(4)
-2034(7)
5057(4)
90(2)
C(14)
-3177(3)
-2723(5)
3731(3)
47(1)
C(15)
-3692(4)
-4227(6)
3713(3)
71(2)
C(16)
-3169(4)
-4936(6)
4540(3)
68(2)
C(17)
-2553(4)
-3751(5)
5079(3)
50(1)
C(20)
-2546(5)
-4051(6)
6048(3)
73(2)
C(21)
-1930(7)
-2907(7)
6591(3)
125(3)
C(22)
-2072(5)
-5544(6)
6288(3)
73(2)
C(23)
-901(4)
-5809(6)
6050(3)
76(2)
C(24)
-379(5)
-7037(6)
6558(4)
69(2)
O(24)
16(4)
-6961(5)
7288(3)
104(2)
O(25)
-397(3)
-8237(5)
6113(3)
88(1)
C(25)
73(5)
-9504(7)
6559(4)
93(2)
N(3)
-273(3)
556(4)
1184(2)
54(1)
C(31)
425(3)
1249(5)
705(3)
41(1)
O(31)
214(2)
2432(3)
389(2)
52(1)
C(32)
1527(3)
494(5)
586(3)
42(1)
C(33)
1987(3)
907(5)
-271(3)
51(1)
C(34)
1219(4)
475(6)
-1050(3)
68(2)
C(35)
3146(4)
302(7)
-323(4)
87(2)
N(32)
1453(3)
-1052(4)
714(2)
39(1)
C(36)
2232(4)
-1760(5)
1222(3)
42(1)
O(36)
2995(2)
-1208(3)
1643(2)
54(1)
O(37)
2003(2)
-3193(3)
1189(2)
51(1)
C(37)
2826(4)
-4242(5)
1540(3)
48(1)
C(38)
3829(4)
-4180(6)
1013(3)
68(2)
C(39)
2214(4)
-5651(5)
1380(3)
66(2)
C(40)
3112(4)
-4019(6)
2489(3)
65(1)
________________________________________________________________
Anhang B
168
Table 3a. Bond lengths [Å] for C35H60N2O5 21a
_____________________________________________________________
C(1)-C(2)
C(1)-C(10)
C(1)-H(11)
C(1)-H(12)
C(2)-C(3)
C(2)-H(21)
C(2)-H(22)
C(3)-N(3)
C(3)-C(4)
C(3)-H(31)
C(4)-C(5)
C(4)-H(41)
C(4)-H(42)
C(5)-C(6)
C(5)-C(10)
C(5)-H(5)
C(6)-C(7)
C(6)-H(61)
C(6)-H(62)
C(7)-C(8)
C(7)-H(71)
C(7)-H(72)
C(8)-C(14)
C(8)-C(9)
C(8)-H(8)
C(9)-C(11)
C(9)-C(10)
C(9)-H(9)
C(10)-C(19)
C(19)-H(191)
C(19)-H(192)
C(19)-H(193)
C(11)-C(12)
C(11)-H(111)
C(11)-H(112)
C(12)-C(13)
C(12)-H(121)
C(12)-H(122)
C(13)-C(18)
C(13)-C(14)
C(13)-C(17)
C(18)-H(181)
C(18)-H(182)
C(18)-H(183)
C(14)-C(15)
C(14)-H(14)
C(15)-C(16)
C(15)-H(151)
C(15)-H(152)
C(16)-C(17)
C(16)-H(161)
C(16)-H(162)
C(17)-C(20)
1.530(6)
1.539(6)
0.9700
0.9700
1.520(6)
0.9700
0.9700
1.456(5)
1.502(6)
0.99(4)
1.525(6)
0.9700
0.9700
1.539(6)
1.553(6)
0.9800
1.512(6)
0.9700
0.9700
1.516(6)
0.9700
0.9700
1.519(6)
1.553(6)
0.9800
1.553(6)
1.557(6)
0.9800
1.542(6)
0.9600
0.9600
0.9600
1.530(6)
0.9700
0.9700
1.543(7)
0.9700
0.9700
1.539(6)
1.543(6)
1.557(6)
0.9600
0.9600
0.9600
1.528(7)
0.9800
1.539(7)
0.9700
0.9700
1.542(6)
0.9700
0.9700
1.535(6)
C(17)-H(17)
C(20)-C(21)
C(20)-C(22)
C(20)-H(20)
C(21)-H(211)
C(21)-H(212)
C(21)-H(213)
C(22)-C(23)
C(22)-H(221)
C(22)-H(222)
C(23)-C(24)
C(23)-H(231)
C(23)-H(232)
C(24)-O(24)
C(24)-O(25)
O(25)-C(25)
C(25)-H(251)
C(25)-H(252)
C(25)-H(253)
N(3)-C(31)
N(3)-H(3)
C(31)-O(31)
C(31)-C(32)
C(32)-N(32)
C(32)-C(33)
C(32)-H(321)
C(33)-C(35)
C(33)-C(34)
C(33)-H(33)
C(34)-H(341)
C(34)-H(342)
C(34)-H(343)
C(35)-H(351)
C(35)-H(352)
C(35)-H(353)
N(32)-C(36)
N(32)-H(32)
C(36)-O(36)
C(36)-O(37)
O(37)-C(37)
C(37)-C(40)
C(37)-C(39)
C(37)-C(38)
C(38)-H(381)
C(38)-H(382)
C(38)-H(383)
C(39)-H(391)
C(39)-H(392)
C(39)-H(393)
C(40)-H(401)
C(40)-H(402)
C(40)-H(403)
0.9800
1.518(8)
1.535(7)
0.9800
0.9600
0.9600
0.9600
1.515(7)
0.9700
0.9700
1.500(7)
0.9700
0.9700
1.202(6)
1.312(6)
1.459(7)
0.9600
0.9600
0.9600
1.337(5)
0.859(10)
1.223(5)
1.532(6)
1.453(5)
1.539(6)
0.9800
1.521(6)
1.524(6)
0.9800
0.9600
0.9600
0.9600
0.9600
0.9600
0.9600
1.354(5)
0.855(10)
1.205(5)
1.359(5)
1.469(5)
1.507(6)
1.514(6)
1.522(6)
0.9600
0.9600
0.9600
0.9600
0.9600
0.9600
0.9600
0.9600
0.9600
_____________________________________________________________
Anhang B
169
Table 3b. binding angles [°] for C35H60N2O5 21a
(angles with C-H-bonds are not listed)
_____________________________________________________________
C(2)-C(1)-C(10)
C(3)-C(2)-C(1)
N(3)-C(3)-C(4)
N(3)-C(3)-C(2)
C(4)-C(3)-C(2)
C(3)-C(4)-C(5)
C(4)-C(5)-C(6)
C(4)-C(5)-C(10)
C(6)-C(5)-C(10)
C(7)-C(6)-C(5)
C(6)-C(7)-C(8)
C(7)-C(8)-C(14)
C(7)-C(8)-C(9)
C(14)-C(8)-C(9)
C(11)-C(9)-C(8)
C(11)-C(9)-C(10)
C(8)-C(9)-C(10)
C(1)-C(10)-C(19)
C(1)-C(10)-C(5)
C(19)-C(10)-C(5)
C(1)-C(10)-C(9)
C(19)-C(10)-C(9)
C(5)-C(10)-C(9)
C(12)-C(11)-C(9)
C(11)-C(12)-C(13)
C(18)-C(13)-C(12)
C(18)-C(13)-C(14)
C(12)-C(13)-C(14)
C(18)-C(13)-C(17)
C(12)-C(13)-C(17)
C(14)-C(13)-C(17)
C(8)-C(14)-C(15)
C(8)-C(14)-C(13)
C(15)-C(14)-C(13)
C(14)-C(15)-C(16)
C(15)-C(16)-C(17)
C(20)-C(17)-C(16)
114.6(4)
111.0(4)
109.8(4)
111.3(4)
110.7(4)
114.5(4)
110.5(4)
112.3(3)
112.0(4)
111.2(3)
113.3(4)
111.1(4)
112.0(4)
107.8(3)
109.9(4)
115.4(4)
112.8(3)
107.3(4)
107.1(3)
110.1(4)
112.1(4)
111.1(4)
109.0(4)
112.4(4)
113.1(4)
109.7(4)
113.0(4)
106.5(3)
110.5(4)
116.7(4)
100.2(4)
120.0(4)
116.0(4)
103.7(4)
103.6(4)
107.6(4)
111.9(4)
C(20)-C(17)-C(13)
C(16)-C(17)-C(13)
C(21)-C(20)-C(22)
C(21)-C(20)-C(17)
C(22)-C(20)-C(17)
C(23)-C(22)-C(20)
C(24)-C(23)-C(22)
O(24)-C(24)-O(25)
O(24)-C(24)-C(23)
O(25)-C(24)-C(23)
C(24)-O(25)-C(25)
C(31)-N(3)-C(3)
C(31)-N(3)-H(3)
C(3)-N(3)-H(3)
O(31)-C(31)-N(3)
O(31)-C(31)-C(32)
N(3)-C(31)-C(32)
N(32)-C(32)-C(31)
N(32)-C(32)-C(33)
C(31)-C(32)-C(33)
C(35)-C(33)-C(34)
C(35)-C(33)-C(32)
C(34)-C(33)-C(32)
C(36)-N(32)-C(32)
C(36)-N(32)-H(32)
C(32)-N(32)-H(32)
O(36)-C(36)-N(32)
O(36)-C(36)-O(37)
N(32)-C(36)-O(37)
C(36)-O(37)-C(37)
O(37)-C(37)-C(40)
O(37)-C(37)-C(39)
C(40)-C(37)-C(39)
O(37)-C(37)-C(38)
C(40)-C(37)-C(38)
C(39)-C(37)-C(38)
120.2(4)
103.4(3)
109.7(5)
112.7(5)
112.2(4)
115.2(5)
111.0(4)
122.7(5)
125.2(6)
112.1(5)
116.2(4)
125.5(4)
114(3)
120(3)
122.4(4)
121.2(4)
116.3(4)
111.8(3)
113.3(4)
111.8(3)
111.6(4)
110.8(4)
112.8(3)
120.8(4)
118(3)
116(3)
125.6(4)
125.7(4)
108.8(4)
120.3(3)
111.9(4)
101.7(3)
110.7(4)
108.7(4)
113.2(4)
110.2(4)
_____________________________________________________________
Anhang B
Table 4. Anisotropic displacement parameters (Å2 x 103) for C35H60N2O5
21a.The anisotropic displacement factor exponent takes the form:
-2 π2 [ h2 a*2 U11 + ... + 2 h k a* b* U12 ]
_______________________________________________________________________
U11
U22
U33
U23
U13
U12
_______________________________________________________________________
C(1)
72(3)
46(3)
52(3)
-2(2)
15(2)
7(3)
C(2)
56(3)
41(3)
61(3)
1(2)
5(2)
-6(2)
C(3)
43(3)
48(3)
50(3)
7(2)
10(2)
9(2)
C(4)
54(3)
52(3)
43(3)
-5(2)
9(2)
0(2)
C(5)
42(2)
57(3)
51(3)
11(2)
6(2)
6(2)
C(6)
49(3)
86(4)
57(3)
15(3)
-5(2)
-5(3)
C(7)
57(3)
64(3)
55(3)
2(3)
-9(2)
-18(3)
C(8)
39(3)
57(3)
54(3)
9(2)
9(2)
-2(2)
C(9)
45(2)
44(3)
48(3)
1(2)
13(2)
6(2)
C(10)
48(3)
49(3)
61(3)
8(2)
18(2)
13(2)
C(19)
72(3)
79(4)
92(4)
19(4)
32(3)
25(3)
C(11)
108(4)
47(3)
53(3)
-2(3)
22(3)
4(3)
C(12)
100(4)
43(3)
45(3)
-3(2)
11(3)
4(3)
C(13)
53(3)
50(3)
47(3)
9(2)
20(2)
9(2)
C(18)
82(4)
102(5)
93(4)
33(4)
50(3)
37(4)
C(14)
42(2)
48(3)
52(3)
3(2)
7(2)
-1(2)
C(15)
59(3)
66(4)
85(4)
20(3)
-4(3)
-17(3)
C(16)
69(4)
59(4)
75(4)
20(3)
-3(3)
-15(3)
C(17)
51(3)
54(3)
44(3)
2(2)
11(2)
5(2)
C(20)
91(4)
71(4)
58(3)
15(3)
26(3)
22(3)
C(21)
251(9)
79(5)
43(4)
-4(3)
-3(5)
42(6)
C(22)
88(4)
77(4)
58(3)
20(3)
19(3)
8(3)
C(23)
82(4)
68(4)
76(4)
15(3)
0(3)
0(3)
C(24)
67(4)
64(4)
75(4)
4(3)
-1(3)
-7(3)
O(24)
134(4)
90(3)
81(3)
5(3)
-33(3)
6(3)
O(25)
104(3)
67(3)
90(3)
-2(3)
-4(2)
-5(2)
C(25)
99(5)
65(4)
116(5)
13(4)
7(4)
11(4)
N(3)
50(2)
42(2)
71(3)
17(2)
19(2)
15(2)
C(31)
41(2)
40(3)
41(2)
0(2)
1(2)
-4(2)
O(31)
47(2)
37(2)
71(2)
14(2)
4(2)
5(2)
C(32)
32(2)
37(2)
56(3)
4(2)
3(2)
1(2)
C(33)
48(3)
45(3)
60(3)
9(2)
12(2)
-2(2)
C(34)
91(4)
63(3)
52(3)
5(3)
12(3)
0(3)
C(35)
62(3)
107(5)
96(4)
30(4)
33(3)
11(4)
N(32)
41(2)
31(2)
43(2)
1(2)
-6(2)
-1(2)
C(36)
40(3)
40(3)
47(3)
1(2)
4(2)
-1(2)
O(36)
46(2)
50(2)
64(2)
1(2)
-13(2)
-7(2)
O(37)
43(2)
35(2)
71(2)
8(2)
-16(2)
-2(2)
C(37)
51(3)
40(3)
53(3)
4(2)
-5(2)
1(2)
C(38)
62(3)
70(4)
72(3)
-15(3)
9(3)
0(3)
C(39)
79(4)
45(3)
70(4)
6(3)
-7(3)
0(3)
C(40)
76(3)
60(4)
57(3)
7(3)
-6(2)
2(3)
_______________________________________________________________________
170
Anhang B
Table 5. Hydrogen coordinates ( x 104) and isotropic
displacement parameters (Å2 x 103) for C35H60N2O5 21a.
________________________________________________________________
x
y
z
U(eq)
________________________________________________________________
H(11)
-2651
2982
2217
67
H(12)
-2269
2594
3171
67
H(21)
-748
2596
2321
63
H(22)
-899
1064
2721
63
H(31)
-1570(30)
1880(50)
1010(30)
56
H(41)
-1895
-881
1713
59
H(42)
-2273
-413
771
59
H(5)
-3603
1103
1256
60
H(61)
-4855
-603
1646
78
H(62)
-4119
-1325
982
78
H(71)
-3086
-2518
2064
71
H(72)
-4337
-2856
2160
71
H(8)
-4390
-1295
3298
59
H(9)
-2156
-553
3088
55
H(191)
-4882
930
2810
120
H(192)
-4585
2314
2300
120
H(193)
-4250
2206
3289
120
H(111)
-2241
1051
4245
82
H(112)
-3466
585
4354
82
H(121)
-2311
-632
5373
75
H(122)
-1590
-1219
4659
75
H(181)
-4630
-2895
5023
135
H(182)
-4569
-1285
4728
135
H(183)
-4071
-1736
5646
135
H(14)
-2417
-2865
3576
57
H(151)
-3509
-4757
3207
85
H(152)
-4491
-4173
3719
85
H(161)
-2657
-5686
4399
82
H(162)
-3739
-5365
4860
82
H(17)
-1781
-3773
4936
59
H(20)
-3317
-4040
6195
87
H(211)
-1797
-3249
7171
138(16)
H(212)
-2367
-2044
6587
138(16)
H(213)
-1236
-2704
6359
138(16)
H(221)
-2089
-5673
6904
88
H(222)
-2552
-6269
6009
88
H(231)
-913
-6026
5441
91
H(232)
-463
-4945
6160
91
H(251)
52
-10306
6170
140
H(252)
-350
-9729
7037
140
H(253)
826
-9310
6765
140
H(3)
-10(30)
-230(30)
1410(30)
64
H(321)
2057
857
1042
50
H(33)
2050
1959
-280
61
H(341)
1553
730
-1567
102
H(342)
525
969
-1034
102
H(343)
1096
-546
-1041
102
H(351)
3440
631
-842
131
H(352)
3116
-731
-324
131
H(353)
3614
626
164
131
H(32)
1090(30)
-1520(40)
316(19)
48(14)
H(381)
3598
-4325
417
101
H(382)
4345
-4919
1204
101
H(383)
4178
-3254
1086
101
H(391)
1597
-5693
1729
98
H(392)
2706
-6440
1524
98
H(393)
1951
-5714
784
98
H(401)
2444
-3943
2777
97
H(402)
3536
-3151
2576
97
H(403)
3539
-4823
2717
97
________________________________________________________________
171
Anhang B
172
Table 6. Torsion angles [°] for C35H60N2O5 21a.
________________________________________________________________
C(10)-C(1)-C(2)-C(3)
C(1)-C(2)-C(3)-N(3)
C(1)-C(2)-C(3)-C(4)
N(3)-C(3)-C(4)-C(5)
C(2)-C(3)-C(4)-C(5)
C(3)-C(4)-C(5)-C(6)
C(3)-C(4)-C(5)-C(10)
C(4)-C(5)-C(6)-C(7)
C(10)-C(5)-C(6)-C(7)
C(5)-C(6)-C(7)-C(8)
C(6)-C(7)-C(8)-C(14)
C(6)-C(7)-C(8)-C(9)
C(7)-C(8)-C(9)-C(11)
C(14)-C(8)-C(9)-C(11)
C(7)-C(8)-C(9)-C(10)
C(14)-C(8)-C(9)-C(10)
C(2)-C(1)-C(10)-C(19)
C(2)-C(1)-C(10)-C(5)
C(2)-C(1)-C(10)-C(9)
C(4)-C(5)-C(10)-C(1)
C(6)-C(5)-C(10)-C(1)
C(4)-C(5)-C(10)-C(19)
C(6)-C(5)-C(10)-C(19)
C(4)-C(5)-C(10)-C(9)
C(6)-C(5)-C(10)-C(9)
C(11)-C(9)-C(10)-C(1)
C(8)-C(9)-C(10)-C(1)
C(11)-C(9)-C(10)-C(19)
C(8)-C(9)-C(10)-C(19)
C(11)-C(9)-C(10)-C(5)
C(8)-C(9)-C(10)-C(5)
C(8)-C(9)-C(11)-C(12)
C(10)-C(9)-C(11)-C(12)
C(9)-C(11)-C(12)-C(13)
C(11)-C(12)-C(13)-C(18)
C(11)-C(12)-C(13)-C(14)
C(11)-C(12)-C(13)-C(17)
C(7)-C(8)-C(14)-C(15)
C(9)-C(8)-C(14)-C(15)
C(7)-C(8)-C(14)-C(13)
C(9)-C(8)-C(14)-C(13)
C(18)-C(13)-C(14)-C(8)
C(12)-C(13)-C(14)-C(8)
C(17)-C(13)-C(14)-C(8)
C(18)-C(13)-C(14)-C(15)
56.5(5)
-174.8(4)
-52.4(5)
176.4(4)
53.1(5)
179.6(4)
-54.7(5)
69.0(5)
-57.0(5)
54.4(5)
-172.3(4)
-51.7(5)
-178.0(4)
-55.5(5)
51.6(5)
174.1(3)
-173.4(4)
-55.2(5)
64.3(5)
52.6(5)
177.6(3)
168.9(4)
-66.1(5)
-68.9(5)
56.0(4)
60.8(5)
171.7(3)
-59.3(5)
68.3(5)
179.2(4)
-53.3(4)
55.5(5)
-175.5(4)
-55.4(6)
-69.6(5)
52.9(5)
163.8(4)
-51.0(6)
-174.1(4)
-176.8(4)
60.1(5)
62.9(5)
-57.6(5)
-179.6(4)
-70.9(5)
C(12)-C(13)-C(14)-C(15)
C(17)-C(13)-C(14)-C(15)
C(8)-C(14)-C(15)-C(16)
C(13)-C(14)-C(15)-C(16)
C(14)-C(15)-C(16)-C(17)
C(15)-C(16)-C(17)-C(20)
C(15)-C(16)-C(17)-C(13)
C(18)-C(13)-C(17)-C(20)
C(12)-C(13)-C(17)-C(20)
C(14)-C(13)-C(17)-C(20)
C(18)-C(13)-C(17)-C(16)
C(12)-C(13)-C(17)-C(16)
C(14)-C(13)-C(17)-C(16)
C(16)-C(17)-C(20)-C(21)
C(13)-C(17)-C(20)-C(21)
C(16)-C(17)-C(20)-C(22)
C(13)-C(17)-C(20)-C(22)
C(21)-C(20)-C(22)-C(23)
C(17)-C(20)-C(22)-C(23)
C(20)-C(22)-C(23)-C(24)
C(22)-C(23)-C(24)-O(24)
C(22)-C(23)-C(24)-O(25)
O(24)-C(24)-O(25)-C(25)
C(23)-C(24)-O(25)-C(25)
C(4)-C(3)-N(3)-C(31)
C(2)-C(3)-N(3)-C(31)
C(3)-N(3)-C(31)-O(31)
C(3)-N(3)-C(31)-C(32)
O(31)-C(31)-C(32)-N(32)
N(3)-C(31)-C(32)-N(32)
O(31)-C(31)-C(32)-C(33)
N(3)-C(31)-C(32)-C(33)
N(32)-C(32)-C(33)-C(35)
C(31)-C(32)-C(33)-C(35)
N(32)-C(32)-C(33)-C(34)
C(31)-C(32)-C(33)-C(34)
C(31)-C(32)-N(32)-C(36)
C(33)-C(32)-N(32)-C(36)
C(32)-N(32)-C(36)-O(36)
C(32)-N(32)-C(36)-O(37)
O(36)-C(36)-O(37)-C(37)
N(32)-C(36)-O(37)-C(37)
C(36)-O(37)-C(37)-C(40)
C(36)-O(37)-C(37)-C(39)
C(36)-O(37)-C(37)-C(38)
168.6(4)
46.6(4)
-166.9(4)
-35.4(5)
10.2(5)
149.2(4)
18.4(5)
-45.4(6)
80.8(5)
-164.8(4)
80.1(5)
-153.6(4)
-39.2(4)
179.2(5)
-59.3(6)
54.8(6)
176.3(4)
-67.8(6)
58.3(6)
160.6(5)
-79.6(7)
100.4(6)
1.2(8)
-178.8(5)
139.4(4)
-97.7(5)
-2.4(7)
176.3(4)
-158.2(4)
23.1(5)
-30.0(5)
151.3(4)
-59.9(5)
172.7(4)
66.0(5)
-61.4(5)
-132.1(4)
100.5(5)
4.5(7)
-176.4(3)
-13.0(7)
167.9(4)
60.9(5)
179.0(4)
-64.8(5)
________________________________________________________________
Anhang C
173
Anhang C
Röntgenstrukturdaten zu Cyclo-DCS2 34a.
Table 1.
Crystal data and structure refinement for C50H90N2O8 34a.
Empirical formula
C50 H90 N2 O8
Formula weight
847.24
Temperature
203(2) K
Wavelength
0.71073 Å
Crystal system, space group
Monoclinic,
Unit cell dimensions
a = 19.927(5) Å
b = 11.156(3) Å
c = 13.998(4) Å
Volume
2403.3(11) Å3
Z, Calculated density
2,
Absorption coefficient
0.077 mm-1
F(000)
936
Crystal size
0.25 x 0.20 x 0.15 mm
Theta range for data collection
1.88 to 25.13°
Limiting indices
-23<=h<=19, -13<=k<=13, -8<=l<=16
Reflections collected / unique
6375 / 4177 [R(int) = 0.0305]
Completeness to theta = 25.13
99.7 %
Refinement method
Full-matrix least-squares on F2
Data / restraints / parameters
4177 / 3 / 284
Goodness-of-fit on F2
0.996
Final R indices [I>2σ (I)]
R1 = 0.0410, wR2 = 0.0994
R indices (all data)
R1 = 0.0523, wR2 = 0.1063
Absolute structure parameter
0.5(11)
Extinction coefficient
0.0019(6)
Largest diff. peak and hole
0.179 and -0.215 e.Å-3
C2
alpha = 90°
beta = 129.443(7)°
gamma = 90°
1.171 Mg/m3
Anhang C
Table 2. Atomic coordinates ( x 104) and equivalent isotropic
displacement parameters (Å2 x 103) for C50H90N2O8 34a.
U(eq) is defined as one third of the trace of the orthogonalized
Uij tensor.
________________________________________________________________
x
y
z
U(eq)
________________________________________________________________
O(12)
8418(1)
3206(1)
8853(1)
41(1)
O(24)
12401(1)
5338(2)
15916(2)
48(1)
N(13)
11617(1)
3915(2)
14472(2)
35(1)
C(1)
9206(1)
3958(2)
12816(2)
35(1)
C(2)
10075(1)
3456(2)
13289(2)
36(1)
C(3)
10781(1)
4401(2)
14029(2)
35(1)
C(4)
10537(1)
5508(2)
13235(2)
33(1)
C(5)
9659(1)
6035(2)
12756(2)
32(1)
C(6)
9461(1)
7180(2)
12017(2)
36(1)
C(7)
9227(2)
6931(2)
10769(2)
37(1)
C(8)
8464(1)
6062(2)
10015(2)
30(1)
C(9)
8680(1)
4880(2)
10743(2)
28(1)
C(10)
8907(1)
5109(2)
12020(2)
30(1)
C(11)
7964(1)
3934(2)
9962(2)
34(1)
C(12)
7694(1)
3743(2)
8679(2)
32(1)
C(13)
7424(1)
4934(2)
7963(2)
28(1)
C(14)
8206(1)
5786(2)
8754(2)
29(1)
C(15)
7968(2)
6843(2)
7888(2)
37(1)
C(16)
7418(2)
6268(2)
6585(2)
36(1)
C(17)
7254(1)
4936(2)
6717(2)
29(1)
C(18)
6616(1)
5421(2)
7755(2)
37(1)
C(19)
8109(2)
5565(2)
11861(2)
39(1)
C(20)
6373(1)
4482(2)
5555(2)
32(1)
C(21)
6180(2)
3183(2)
5679(2)
41(1)
C(22)
6245(1)
4632(2)
4361(2)
36(1)
C(23)
13190(1)
3836(2)
15768(2)
38(1)
C(24)
12374(1)
4431(2)
15389(2)
36(1)
O(1)
8566(1)
2111(1)
7234(2)
47(1)
O(90)
5350(2)
6701(2)
9156(2)
81(1)
C(90)
5583(2)
5496(3)
9394(3)
77(1)
________________________________________________________________
174
Anhang C
175
Table 3a. Bond lengths [Å] for C50H90N2O8 34a.
______________________________________________________________
O(12)-C(12)
O(12)-H(12')
O(24)-C(24)
N(13)-C(24)
N(13)-C(3)
N(13)-H(13)
C(1)-C(2)
C(1)-C(10)
C(1)-H(1A)
C(1)-H(1B)
C(2)-C(3)
C(2)-H(2A)
C(2)-H(2B)
C(3)-C(4)
C(3)-H(3)
C(4)-C(5)
C(4)-H(4A)
C(4)-H(4B)
C(5)-C(6)
C(5)-C(10)
C(5)-H(5)
C(6)-C(7)
C(6)-H(6A)
C(6)-H(6B)
C(7)-C(8)
C(7)-H(7A)
C(7)-H(7B)
C(8)-C(14)
C(8)-C(9)
C(8)-H(8)
C(9)-C(11)
C(9)-C(10)
C(9)-H(9)
C(10)-C(19)
C(11)-C(12)
C(11)-H(11A)
C(11)-H(11B)
C(12)-C(13)
C(12)-H(12)
1.434(3)
0.8300
1.233(3)
1.339(3)
1.463(3)
0.8700
1.516(3)
1.550(3)
0.9800
0.9800
1.520(3)
0.9800
0.9800
1.520(3)
0.9900
1.536(3)
0.9800
0.9800
1.529(3)
1.554(3)
0.9900
1.520(3)
0.9800
0.9800
1.526(3)
0.9800
0.9800
1.525(3)
1.550(3)
0.9900
1.538(3)
1.562(3)
0.9900
1.543(3)
1.527(3)
0.9800
0.9800
1.541(3)
0.9900
C(13)-C(14)
C(13)-C(18)
C(13)-C(17)
C(14)-C(15)
C(14)-H(14)
C(15)-C(16)
C(15)-H(15A)
C(15)-H(15B)
C(16)-C(17)
C(16)-H(16A)
C(16)-H(16B)
C(17)-C(20)
C(17)-H(17)
C(18)-H(18A)
C(18)-H(18B)
C(18)-H(18C)
C(19)-H(19A)
C(19)-H(19B)
C(19)-H(19C)
C(20)-C(22)
C(20)-C(21)
C(20)-H(20)
C(21)-H(21A)
C(21)-H(21B)
C(21)-H(21C)
C(22)-C(23)#1
C(22)-H(22A)
C(22)-H(22B)
C(23)-C(24)
C(23)-C(22)#1
C(23)-H(23A)
C(23)-H(23B)
O(1)-H(1W)
O(1)-H(2W)
O(90)-C(90)
C(90)-H(90A)
C(90)-H(90B)
C(90)-H(90C)
1.538(3)
1.541(3)
1.553(3)
1.534(3)
0.9900
1.549(3)
0.9800
0.9800
1.557(3)
0.9800
0.9800
1.535(3)
0.9900
0.9700
0.9700
0.9700
0.9700
0.9700
0.9700
1.531(3)
1.537(3)
0.9900
0.9700
0.9700
0.9700
1.532(3)
0.9800
0.9800
1.507(3)
1.532(3)
0.9800
0.9800
0.8999(11)
0.9001(11)
1.392(4)
0.9700
0.9700
0.9700
______________________________________________________________
Symmetry transformations used to generate equivalent atoms:
#1 -x+2,y,-z+2
Anhang C
176
Table 3b. Binding angles [°] for C50H90N2O8 34a.
(angles with C-H-bonds are not listed)
_____________________________________________________________
C(12)-O(12)-H(12')
C(24)-N(13)-C(3)
C(24)-N(13)-H(13)
C(3)-N(13)-H(13)
C(2)-C(1)-C(10)
C(1)-C(2)-C(3)
N(13)-C(3)-C(2)
N(13)-C(3)-C(4)
C(2)-C(3)-C(4)
C(3)-C(4)-C(5)
C(6)-C(5)-C(4)
C(6)-C(5)-C(10)
C(4)-C(5)-C(10)
C(7)-C(6)-C(5)
C(6)-C(7)-C(8)
C(14)-C(8)-C(7)
C(14)-C(8)-C(9)
C(7)-C(8)-C(9)
C(11)-C(9)-C(8)
C(11)-C(9)-C(10)
C(8)-C(9)-C(10)
C(19)-C(10)-C(1)
C(19)-C(10)-C(5)
C(1)-C(10)-C(5)
C(19)-C(10)-C(9)
C(1)-C(10)-C(9)
C(5)-C(10)-C(9)
C(12)-C(11)-C(9)
O(12)-C(12)-C(11)
O(12)-C(12)-C(13)
C(11)-C(12)-C(13)
C(14)-C(13)-C(12)
C(14)-C(13)-C(18)
C(12)-C(13)-C(18)
C(14)-C(13)-C(17)
C(12)-C(13)-C(17)
C(18)-C(13)-C(17)
C(8)-C(14)-C(15)
C(8)-C(14)-C(13)
C(15)-C(14)-C(13)
C(14)-C(15)-C(16)
C(15)-C(16)-C(17)
C(20)-C(17)-C(13)
C(20)-C(17)-C(16)
C(13)-C(17)-C(16)
C(22)-C(20)-C(17)
C(22)-C(20)-C(21)
C(17)-C(20)-C(21)
C(20)-C(22)-C(23)#1
C(24)-C(23)-C(22)#1
O(24)-C(24)-N(13)
O(24)-C(24)-C(23)
N(13)-C(24)-C(23)
H(1W)-O(1)-H(2W)
109.5
122.22(19)
118.9
118.9
115.53(17)
110.32(18)
110.07(18)
111.15(18)
109.74(16)
112.14(18)
110.37(18)
112.37(16)
112.74(17)
112.57(18)
110.72(18)
112.60(17)
109.72(16)
110.32(16)
111.83(15)
112.85(17)
111.74(16)
105.48(17)
110.38(17)
107.81(16)
111.49(16)
112.76(17)
108.84(16)
113.96(17)
107.12(17)
111.63(17)
111.15(17)
106.82(15)
112.20(17)
108.59(17)
101.80(15)
117.97(16)
109.35(16)
117.83(17)
113.57(16)
104.09(15)
104.10(16)
107.51(17)
118.40(17)
111.99(17)
102.85(16)
113.90(17)
110.31(18)
113.07(17)
116.07(18)
114.3(2)
121.4(2)
121.5(2)
117.1(2)
103(3)
_____________________________________________________________
Symmetry transformations used to generate equivalent atoms:
#1 -x+2,y,-z+2
Anhang C
Table 4. Anisotropic displacement parameters (Å2 x 103) for C50H90N2O8
34a. The anisotropic displacement factor exponent takes the form:
-2 π2 [ h2 a*2 U11 + ... + 2 h k a* b* U12 ]
_______________________________________________________________________
U11
U22
U33
U23
U13
U12
_______________________________________________________________________
O(12)
50(1)
32(1)
38(1)
0(1)
27(1)
8(1)
O(24)
39(1)
51(1)
48(1)
-16(1)
25(1)
-3(1)
N(13)
32(1)
32(1)
36(1)
-1(1)
19(1)
1(1)
C(1)
39(1)
35(1)
33(1)
-4(1)
24(1)
-7(1)
C(2)
38(1)
30(1)
36(1)
2(1)
21(1)
-2(1)
C(3)
35(1)
34(1)
33(1)
-1(1)
21(1)
2(1)
C(4)
32(1)
28(1)
33(1)
-5(1)
18(1)
-6(1)
C(5)
34(1)
29(1)
31(1)
-7(1)
19(1)
-2(1)
C(6)
37(1)
26(1)
36(1)
-9(1)
19(1)
-4(1)
C(7)
41(1)
23(1)
40(1)
-5(1)
23(1)
-7(1)
C(8)
31(1)
22(1)
33(1)
-3(1)
19(1)
-4(1)
C(9)
28(1)
24(1)
31(1)
-4(1)
17(1)
-3(1)
C(10)
31(1)
28(1)
33(1)
-4(1)
21(1)
-1(1)
C(11)
38(1)
27(1)
33(1)
-2(1)
21(1)
-7(1)
C(12)
34(1)
23(1)
33(1)
-4(1)
19(1)
-5(1)
C(13)
29(1)
21(1)
31(1)
-2(1)
18(1)
-3(1)
C(14)
29(1)
22(1)
34(1)
-3(1)
19(1)
-3(1)
C(15)
42(1)
26(1)
37(1)
-1(1)
23(1)
-6(1)
C(16)
41(1)
28(1)
34(1)
2(1)
22(1)
-4(1)
C(17)
28(1)
24(1)
32(1)
-2(1)
18(1)
-3(1)
C(18)
37(1)
34(1)
39(1)
-4(1)
24(1)
-2(1)
C(19)
38(1)
39(1)
42(1)
-8(1)
28(1)
-2(1)
C(20)
28(1)
32(1)
31(1)
-1(1)
16(1)
-1(1)
C(21)
41(1)
38(1)
37(1)
-8(1)
22(1)
-16(1)
C(22)
30(1)
37(1)
29(1)
-2(1)
13(1)
-3(1)
C(23)
37(1)
39(1)
34(1)
9(1)
21(1)
6(1)
C(24)
38(1)
37(1)
33(1)
4(1)
22(1)
0(1)
O(1)
55(1)
36(1)
51(1)
-4(1)
34(1)
-3(1)
O(90)
82(2)
56(1)
67(1)
-2(1)
29(1)
-13(1)
C(90)
64(2)
76(2)
92(2)
-2(2)
50(2)
7(2)
_______________________________________________________________________
177
Anhang C
Table 5. Hydrogen coordinates ( x 104) and isotropic
displacement parameters (Å2 x 103) for C50H90N2O8 34a.
________________________________________________________________
x
y
z
U(eq)
________________________________________________________________
H(12')
8292
3092
8169
61
H(13)
11623
3269
14129
42
H(1A)
9235
4130
13528
42
H(1B)
8762
3338
12322
42
H(2A)
10039
3195
12589
44
H(2B)
10222
2756
13814
44
H(3)
10828
4627
14753
42
H(4A)
10507
5298
12529
39
H(4B)
10990
6117
13723
39
H(5)
9720
6267
13490
38
H(6A)
8977
7600
11887
43
H(6B)
9970
7707
12498
43
H(7A)
9731
6589
10895
45
H(7B)
9074
7685
10313
45
H(8)
7959
6436
9880
36
H(9)
9211
4552
10921
34
H(11A)
8168
3169
10408
40
H(11B)
7452
4178
9868
40
H(12)
7196
3181
8209
38
H(14)
8707
5374
8907
35
H(15A)
8491
7223
8101
44
H(15B)
7630
7445
7932
44
H(16A)
7730
6311
6258
43
H(16B)
6864
6693
6016
43
H(17)
7713
4446
6827
35
H(18A)
6405
6130
7237
55
H(18B)
6769
5625
8545
55
H(18C)
6165
4814
7350
55
H(19A)
7840
6220
11271
58
H(19B)
8293
5842
12651
58
H(19C)
7694
4917
11559
58
H(20)
5925
4986
5460
39
H(21A)
6070
3154
6262
61
H(21B)
6675
2680
5974
61
H(21C)
5672
2896
4879
61
H(22A)
6361
5471
4301
43
H(22B)
5634
4472
3659
43
H(23A)
13028
3115
15263
45
H(23B)
13537
3579
16632
45
H(1W)
8205(14)
1476(16)
6930(20)
62(8)
H(2W)
9082(13)
1790(40)
7860(20)
123(16)
H(90A)
5898
5290
9102
116
H(90B)
5063
5007
8969
116
H(90C)
5949
5350
10277
116
________________________________________________________________
178
Anhang C
Table 6.
179
Torsion angles [°] for C50H90N2O8 34a.
___________________________________________________________________
C(10)-C(1)-C(2)-C(3)
C(24)-N(13)-C(3)-C(2)
C(24)-N(13)-C(3)-C(4)
C(1)-C(2)-C(3)-N(13)
C(1)-C(2)-C(3)-C(4)
N(13)-C(3)-C(4)-C(5)
C(2)-C(3)-C(4)-C(5)
C(3)-C(4)-C(5)-C(6)
C(3)-C(4)-C(5)-C(10)
C(4)-C(5)-C(6)-C(7)
C(10)-C(5)-C(6)-C(7)
C(5)-C(6)-C(7)-C(8)
C(6)-C(7)-C(8)-C(14)
C(6)-C(7)-C(8)-C(9)
C(14)-C(8)-C(9)-C(11)
C(7)-C(8)-C(9)-C(11)
C(14)-C(8)-C(9)-C(10)
C(7)-C(8)-C(9)-C(10)
C(2)-C(1)-C(10)-C(19)
C(2)-C(1)-C(10)-C(5)
C(2)-C(1)-C(10)-C(9)
C(6)-C(5)-C(10)-C(19)
C(4)-C(5)-C(10)-C(19)
C(6)-C(5)-C(10)-C(1)
C(4)-C(5)-C(10)-C(1)
C(6)-C(5)-C(10)-C(9)
C(4)-C(5)-C(10)-C(9)
C(11)-C(9)-C(10)-C(19)
C(8)-C(9)-C(10)-C(19)
C(11)-C(9)-C(10)-C(1)
C(8)-C(9)-C(10)-C(1)
C(11)-C(9)-C(10)-C(5)
C(8)-C(9)-C(10)-C(5)
C(8)-C(9)-C(11)-C(12)
C(10)-C(9)-C(11)-C(12)
C(9)-C(11)-C(12)-O(12)
C(9)-C(11)-C(12)-C(13)
56.4(2)
-162.78(19)
75.4(2)
-179.42(17)
-56.8(2)
179.92(17)
57.9(2)
177.21(16)
-56.2(2)
71.9(2)
-54.9(2)
56.0(2)
179.98(17)
-57.1(2)
-49.7(2)
-174.31(18)
-177.29(17)
58.1(2)
-169.85(17)
-51.9(2)
68.3(2)
-69.4(2)
165.14(18)
175.91(17)
50.4(2)
53.3(2)
-72.2(2)
-60.3(2)
66.7(2)
58.1(2)
-174.84(16)
177.68(17)
-55.3(2)
49.8(2)
176.76(17)
67.5(2)
-54.6(2)
O(12)-C(12)-C(13)-C(14)
-61.7(2)
C(11)-C(12)-C(13)-C(14)
57.8(2)
O(12)-C(12)-C(13)-C(18)
177.09(16)
C(11)-C(12)-C(13)-C(18)
-63.4(2)
O(12)-C(12)-C(13)-C(17)
52.0(2)
C(11)-C(12)-C(13)-C(17)
171.56(17)
C(7)-C(8)-C(14)-C(15)
-56.6(3)
C(9)-C(8)-C(14)-C(15)
-179.87(18)
C(7)-C(8)-C(14)-C(13)
-178.64(17)
C(9)-C(8)-C(14)-C(13)
58.1(2)
C(12)-C(13)-C(14)-C(8)
-61.7(2)
C(18)-C(13)-C(14)-C(8)
57.2(2)
C(17)-C(13)-C(14)-C(8)
173.99(16)
C(12)-C(13)-C(14)-C(15)
168.91(17)
C(18)-C(13)-C(14)-C(15)
-72.2(2)
C(17)-C(13)-C(14)-C(15)
44.6(2)
C(8)-C(14)-C(15)-C(16)
-158.76(18)
C(13)-C(14)-C(15)-C(16)
-32.0(2)
C(14)-C(15)-C(16)-C(17)
7.3(2)
C(14)-C(13)-C(17)-C(20) -162.95(18)
C(12)-C(13)-C(17)-C(20)
80.6(2)
C(18)-C(13)-C(17)-C(20)
-44.1(2)
C(14)-C(13)-C(17)-C(16)
-38.90(19)
C(12)-C(13)-C(17)-C(16) -155.37(17)
C(18)-C(13)-C(17)-C(16)
79.95(19)
C(15)-C(16)-C(17)-C(20)
147.90(18)
C(15)-C(16)-C(17)-C(13)
19.7(2)
C(13)-C(17)-C(20)-C(22)
174.63(18)
C(16)-C(17)-C(20)-C(22)
55.2(2)
C(13)-C(17)-C(20)-C(21)
-58.4(3)
C(16)-C(17)-C(20)-C(21) -177.82(19)
C(17)-C(20)-C(22)-C(23)#1 69.1(2)
C(21)-C(20)-C(22)-C(23)#1 -59.3(2)
C(3)-N(13)-C(24)-O(24)
1.0(3)
C(3)-N(13)-C(24)-C(23)
179.47(18)
C(22)#1-C(23)-C(24)-O(24) -60.9(3)
C(22)#1-C(23)-C(24)-N(13) 120.6(2)
___________________________________________________________________
Symmetry transformations used to generate equivalent atoms:
#1 -x+2,y,-z+2
Anhang D
180
Anhang D
Im Folgenden wird näher auf das Zustandekommen der in Kapitel 3 angegebenen jeweils
zwei möglichen Diastereomere für die Catenan-Variante (B) und die Knotan-Variante (C) der
Verbindung 38b (Cyclo-(Val-DCS)6) eingegangen (Teile D1 und D2). Für die KnotanVariante wurden zudem die globalen Minima der beiden möglichen Diastereomere aus
SD-Simulationen (Prozedur siehe Haupttext in Kapitel 3) angegeben und kurz verglichen
(Teil D3).
O
H
N
N
H
O
HO
OH
H
O
N
N
H
O
O
N
N
H
O
H
38b
HO
OH
H
O
H
N
N
O
O
H
N
N
O
H
OH
O
OH
H
N
N
H
O
Sowohl bei der Catenan-Variante als auch bei der Knotan-Variante ist durch die
gleichgerichteten
Amid-Bindungen
eine
durchgehende
Bindungsrichtung
in
den
zusammenhängenden Ketten der einzelnen Cyclen vorgegeben. Da durch die in der Synthese
eingesetzten
Steroid-Bausteine
(DCS)
und
natürlichen
L-Aminosäuren
(Val;
mit
S-Konfiguration an Cα) die Stereochemie bereits vorab determiniert ist, können einige
Stereoisomere prinzipiell nicht vorliegen. Zur Vereinfachung ist bei den nachstehenden
Abbildungen für die Bindungsrichtung jeweils ein Pfeil angegeben (Richtung: CO –> NH)
und zur Kennzeichnung der Stereocheimie exemplarisch die Seitenkette des Valins einmal
eingezeichnet.
Anhang D
181
Teil D1: Graphische Darstellung von Catenananordnungen zur Ableitung der möglichen
Stereoisomere von Catenanen der Verbindung 38b aus zwei zusammenhängenden Cyclen.
Doppelt vorhandene Stereoisomere sind einfach durchgestrichen, Isomere mit falscher
Stereochemie (Valin mit R-Konfiguration) sind kreuzweise durchgestrichen. Es verbleiben
die isomeren Catenane Nr. 1 und 4, die zueinander diastereomer sind.
Anhang D
182
Teil D2: Graphische Darstellung von Knotananordnungen zur Ableitung der möglichen
Stereoisomere von Knotanen der Verbindung 38b. Doppelt vorhandene Stereoisomere sind
einfach durchgestrichen, Isomere mit falscher Stereochemie (Valin mit R-Konfiguration) sind
kreuzweise durchgestrichen. Es verbleiben die isomeren Knotane Nr. 1 und 4, die zueinander
diastereomer sind.
Anhang D
183
Teil D3: Globale Minima (aus SD-Simulationen) der verbleibenden beiden möglichen
Knotan-Diastereomere von Verbindung 38b. Das Diastereomer mit der Nummer 1 ist
dasjenige, das am besten mit den experimentellen Ergebnissen korrespondiert. Das andere
Diastereomer (Nr. 4) weist im Gegensatz zu Diastereomer Nr. 1 keine C3-Symmetrie auf und
bildet an den Knoten-Kontaktstellen jeweils unterschiedliche Wasserstoffbrückenbindungen
aus, daher war hier eine Identifizierung von nur zwei unterscheidbaren Val- und
DCS-Bausteinen nicht möglich (wäre für einen doppelten NMR-Signalsatz zwingend
erforderlich). Da für Nr. 4 keine Übereinstimmung mit den experimentellen Ergebnissen
gefunden werden konnte, wurde auf eine ausführliche Diskussion in Kapitel 3 verzichtet.
Lebenslauf
184
Lebenslauf
Rüdiger Ladberg
Stockumer Str. 217
44225 Dortmund
geboren
18. 11. 1970
in Castrop-Rauxel
Staatsangehörigkeit
deutsch
Familienstand
ledig
Schulbildung
08/77 - 07/81
Bodelschwingh-Grundschule in Dortmund
08/81 - 05/90
Heinrich-Heine-Gymnasium in Dortmund
05/90
Allgemeine Hochschulreife
Grundwehrdienst
07/90 - 07/91
Amphibisches Pionierbataillon 130 in Minden
Hochschulbildung
10/91 - 07/96
Studium der Chemie an der Ruhr-Universität Bochum
11/95 - 07/96
Diplomarbeit am Lehrstuhl für Organische Chemie II
unter der Leitung von Prof. Dr. D. Hasselmann,
Thema: Synthesewege zu einem Methylenoxabicycloheptan-System
07/96
Diplomhauptprüfung
08/96 - 07/01
Promotionsarbeit am Lehrstuhl für Organische Chemie I,
AG Naturstoffchemie, unter der Leitung von
Prof. Dr. Martin Feigel (unterbrochen von 12/96 bis 09/97)
14. 12. 2001
Promotion zum Dr. rer. nat.
seit 03/98
Zusatzstudium der Arbeitswissenschaft an der RuhrUniversität Bochum mit den Schwerpunkten
Total Quality Management, Change Management,
Information und Kommunikation, Innovationsmanagement,
Wirtschaftlichkeitsrechnung sowie Moderne
Managementkonzepte und Arbeitsorganisation
zur Zeit
Diplomarbeit Arbeitswissenschaft im Bereich
Total Quality Management
02/93 - 04/96
Dozent für Chemie und Physik für die Firma
PhysiKurs GbRmbH - Medizinische Repetitorien, Bochum
12/96 - 01/98
Redakteur und PR-Referent für die Management-Lektüre
„8-Seiten-Skripts“ bei der Firma ISI Marketing GmbH, Bochum
(ab Oktober 1997 in Teilzeit)
01/98 - 04/98
Assistenztätigkeit in der Marketingabteilung
der Euro OTC Pharma GmbH, Kamen (Teilzeit)
seit 04/98
Tätigkeit als Freier Journalist für die Zeitung CHEManager
des GIT Verlages, Darmstadt;
seit 05/01 auch für die Abteilung Unternehmenskommunikation, Referat Fachpresse, der Bayer AG, Leverkusen
07/98 - 02/99
Projektarbeit am Institut für angewandte
Innovationsforschung e.V., Bochum (Teilzeit)
04/99 - 04/00
Lehrer für Chemie (2 Kurse) an der Krankenpflegeschule
des Elisabeth-Krankenhauses, Recklinghausen
Praktische Erfahrung