6 Zusammenfassung - Ruhr

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Zusammenfassung
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6 Zusammenfassung
Um die Pharmakokinetik von Arzneistoffen im Labor zu untersuchen, werden
häufig humane Primärhepatozyten eingesetzt. Sie können in Primärkultur aufgrund
von Dedifferenzierungsmechanismen jedoch nur für ca. eine Woche ihre typischen
biochemischen Funktionen erhalten. Es wurde die 2D-DIGE™-Technik (GE
Healthcare) in Verbindung mit DeCyder™ 6.5 (GE Healthcare) zur Quantifizierung
und MALDI-MS zur Identifizierung differenzieller Proteine aus zytosolischen
Fraktionen unterschiedlich lang in Kultur gehaltener humaner Primärhepatozyten
eingesetzt. Zur Verbesserung der Gelanalytik wurde der Gel-warping-Algorithmus
RAIN verwendet [Dowsey et al. 2006]. Es ergaben sich 13 in diesem
Zusammenhang zum Teil bisher nicht beschriebene Proteine, die durch die
Dedifferenzierung der Primärhepatozyten reguliert waren. Weiterhin konnte mittels
Western Blotting der Einsatz von MnSOD als möglicher Marker für die Messung des
Dedifferenzierungsfortschritts der Zellen untermauert werden.
Im gleichen, oben beschriebenen, methodischen Ansatz wurde der Effekt der
Behandlung von humanen Primärhepatozyten mit Rifampicin untersucht, einem
Antibiotikum, dessen Wirkung auf die Zellen nicht hinreichend geklärt ist. 7 in diesem
Zusammenhang bisher nicht beschriebene differenzielle Proteine konnten identifiziert
und teilweise validiert werden.
Für beide Versuchsteile ergab sich generell, dass die Daten aus der mRNATranskriptanalyse nur selten mit denen aus der 2D-DIGE™-Studie oder Western
Blotting-Daten übereinstimmten.
Im Weiteren gelang es nicht, eine Methode auf Basis der Pro-Q® DiamondFärbung (Invitrogen) zu entwickeln, um Phosphoproteinspots im 2D-Gel quantitativ
auszuwerten.
Nichts
desto
trotz
wurde
eine
Phosphoproteomkartierung
vorgenommen, um Hinweise darauf zu erlangen, ob die Regulation einzelner
Proteinspots in der 2D-DIGE™-Studie auf die Abundanzänderung phosphorylierter
Protein-Isoformen zurückzuführen war. 7 durch die 2D-DIGE™-Studie ermittelte
differenzielle Proteine konnten dadurch als potenziell phosphoryliert identifiziert
werden.
Da
sich
die
membranständigen
Cytochrom-P450-Proteine,
die
hauptverantwortlich für den Metabolismus vieler Pharmaka (so auch Rifampicin)
sind, nur unzureichend mittels 2D-PAGE darstellen lassen, und zudem einige
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Isoformen aufgrund hoher Homologie und mangelnder Antikörperspezifität nicht
mittels Western Blotting untersucht werden können, wurde die Anwendung der
Massenspektrometrie an humanen Lebermikrosomen getestet, um zwischen
einzelnen CYP-Isoformen unterscheiden zu können. 22 verschiedene CYPs konnten
mittels nanoLC-ESI-MS/MS differenziert und sogar semi-quantitativ abgebildet
werden,
darunter
die
Isoformen
CYP3A4/5/7,
CYP2C8/9/18/19,
und
CYP4F2/3/11/12.
Zudem wurde das Phosphorylierungsmuster der CYPs untersucht, da bisher
nur wenige humane CYP-Isoformen als phosphoryliert beschrieben sind und der
Effekt der Phosphorylierung weiterhin nicht genau geklärt ist. Dazu wurden die
phosphorylierten
Peptide
nach
dem
Proteinverdau
mittels
TiO2-Mikrosäulen
angereichert und mit nanoLC-ESI-MS/MS vermessen. In einem separaten Versuch
zur Untersuchung der Effektivität dieser Anreicherungsmethode ergab sich, dass
hauptsächlich monophosphorylierte Peptide, allerdings sehr effizient von den nichtphosphorylierten
Peptiden
getrennt
wurden.
Daraufhin
wurden
8
CYP-
Phosphorylierungsstellen identifiziert von denen 7 bisher nicht beschrieben waren.
Um
einen
möglichen
Einfluss
der
CYP-Phosphorylierung
auf
die
Enzymaktivität zu untersuchen, bedurfte es quantitativer Daten. Auf Grundlage von
nanoLC-MRM unter Verwendung von internen Standards zur Normierung einzelner
Experimente,
wurde
eine
Methode
entwickelt,
um
CYPs
und
CYP-
Phosphorylierungen in verschiedenen Proben relativ-quantitativ zu erfassen. Die
Ergebnisse aus einem Pilotversuch konnten mittels Western Blotting validiert
werden. Im Fall von CYP2B6 wurden die Daten mit Enzymumsatzraten verglichen.
Daraus ergab sich erstmals ein Hinweis, dass die CYP-Phosphorylierung in vivo zu
einer Enzymdeaktivierung führte.
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