Microsporum canis bei der Katze - Katzen

Originalien: Bildung
& Wissen
Microsporum canis bei der Katze
Michael Streicher
In Kürze
Pilzerkrankungen bei der Katze
sind sehr häufig. Werden sie vom
Tierarzt übersehen und kommt es
dadurch zu einem Befall des Menschen, insbesondere bei Kindern,
können diese Fälle schnell zu einer
gerichtlichen Auseinandersetzung
führen. Bezüglich der Prophylaxe,
Erkennung und Therapie gibt es Unsicherheiten, die noch durch im Internet verbreitetes Laienwissen
verstärkt werden. Das Erscheinungsbild der Pilze ist vielgestaltig
und umfasst die einzellige Bäckerhefe genauso wie die mehrzelligen
Hutpilze, wie man sie aus dem Wald
kennt. Von den bis heute 300 000
bekannten Pilzarten ist nur ein
kleiner Teil pathogen. Die Pilze bilden neben den Tieren, Pflanzen und
Protisten ein eigenes Reich. Das
Wort „Pilz“ entstammt dem Althochdeutschen „buliz“ und ist
wahrscheinlich vom lateinischen
„boletus“ (essbarer Pilz) abgeleitet. Bis zum Jahre 1979 war die Mikrosporie nach dem Bundesseuchengesetz beim Menschen eine meldepflichtige Erkrankung. Durch das
Seuchenrechtsneuordnungsgesetz
(SeuchRNeuG) vom 20. Juli 2000
wurde das gesamte, im Wesentlichen aus den 50er und 60er Jahren
stammende, Seuchenrecht umfassend novelliert. Mit dem Inkrafttreten des neuen Gesetzes traten die
bisherigen seuchenrechtlichen Vorschriften wie das Bundes-Seuchengesetz außer Kraft. Mit dem neuen
Gesetz soll der Schutz der Bevölkerung vor übertragbaren Krankheiten verbessert werden. Von vielen
Ärzten wurde damals die Entscheidung des Deutschen Bundestages
bedauert, die Wiedereinführung der
Meldepflicht bei zoophilen Dermatomykosen nicht in das Gesetz mit
aufzunehmen.
Einteilung der Hautpilze
Die humanmedizinisch bedeutsamen Pilze
lassen sich nach dem DHSB-System in
vier Gruppen einteilen:
D
H
S
B
Dermatophyten
Hefen
Schimmelpilze
Biphasische Pilze
ren umgebildet werden. Hier unterscheidet
man die einzelligen Mikrokonidien und die
mehrzelligen Makrokonidien. Hyphen
sind die fadenförmigen Zellfäden der Pilze. Die Hyphen bilden durch Vernetzung
Epidermophyton, Trichophyton, Microsporum
Candida, Cryptococcus, Trichosporum
Aspergillus, Penicillium,Schwärzepilze
Histoplasma, Coccidioides
Die Hautpilze werden in die drei Gattungen Microsporum, Trichophyton und Epidermophyton eingeteilt, von denen bei unseren Haustieren nur Microsporum und
Trichophyton vorkommen. Die bekannten
Formen der Arten Microsporum und
Trichophyton werden in die Gattung
Arthroderma eingeordnet. Diese zählt zu
der Familie der Arthrodermataceae, der
Klasse Euascomycetes und der Unterabteilung Ascomycotina (Müller u. Loeffler,
1992). Pilze sind autarke Organismen und
deshalb sowohl im Wirt als auch in der
Umwelt überlebensfähig. Da sie früher
dem Pflanzenreich zugeordnet wurden,
folgt ihre Systematik den Regeln der Botanik. Als eukaryonte Mikroorganismen
sollten sie neben der asexuellen Vermehrung grundsätzlich auch über einen sexuellen Lebenszyklus verfügen. Aus diesem
Grund richtet sich auch die Systematik
nach dem Bau ihrer Sexualorgane und sexuellen Fruchtformen. Pilze mit bekannter
sexueller Vermehrungsform werden als
Fungi perfecti benannt. Bei vielen Pilzen
ist ein sexuelles Stadium nicht bekannt,
diese werden dann als Fungi imperfecti bezeichnet.
Fortpflanzung der Pilze
Bei den Hautpilzen erfolgt die Vermehrung durch Bildung von Arthrosporen.
Diese werden gebildet, indem die bestehenden Hyphen durch Septen gegliedert
und die einzelnen Segmente dann zu Spo-
das Pilzmyzel, den Vegetationskörper der
Pilze.
Verbreitung der Mikrosporie
bei der Katze
Microsporum canis ist der häufigste isolierte Dermatophyt bei der Katze (Medlau
u. Ristic, 1992; Moriello u. De Boer, 1995,
1998), durch den bis zu 98 % der Hautpilzinfektionen bei der Katze hervorgerufen werden (De Boer u. Moriello, 1995;
Böhm et al., 1996; Romano, 1999). Extrem wichtig ist, den Katzenhaltern erkrankter Katzen die auch für sie selber hohe Infektiosität aufzuzeigen. Die Katze gilt
als natürlicher Wirt von M. canis, wobei
ein sehr hoher Anteil der Katzen latent infiziert ist (Male et al., 1980; Medlau u. Ristic, 1992; Mignon et al., 1999). Als latent
infiziert werden vollkommen hautgesunde
Tiere oder solche mit kaum erkennbaren
Veränderungen bezeichnet (Böhm u. Bisping, 1968). Nach überstandener Infektion bleiben Katzen nicht selten latent infiziert und sind somit eine mögliche Infektionsquelle (Böhm et al., 1996; Mignon,
1999). Brumm untersuchte im Jahr 1985
Katzen hinsichtlich einer latenten M. canis
Infektion und stellte fest, dass bei über
19 % der untersuchten Katzen eine latente
Infektion vorlag. Die Krankheitshäufigkeit
der symptomlosen Träger von M. canis lag
bei den Katzen in anderen Ländern bei bis
zu 88 %, abhängig von Faktoren der geographischen Gegebenheiten und der Dich-
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te der Katzenpopulationen (Medlau u. Ristic, 1992; De Boer u. Moriello, 1995;
Mignon u. Losson, 1997). In der Hauskatzenpopulation ist das Vorkommen von
Hautpilzen im Haarkleid nicht so häufig
wie dort, wo viele Katzen auf engem Raum
leben (Brumm, 1985; De Boer u. Moriello,
1995; Böhm et al., 1996). In Katzenzuchten, in denen dieser Hautpilz endemisch
vorkommt, kann er von 100 % der Tiere
isoliert werden (Moriello, 1990). Diese latent infizierten Tiere stellen ein unerkanntes, dauerhaftes Erregerreservoir und damit eine Infektionsgefahr für andere Tiere
und auch für Menschen dar (Böhm, 1996;
Mignon u. Losson, 1997). Latent infizierte Katzen werden vom Dermatophyten als
Transportmedium benutzt, um einen neuen
Wirt zu erreichen, den sie klinisch manifest infizieren können (Brumm, 1985). Somit fungieren die latent infizierten Tiere
als Vektoren, da der Hautpilz oft erst entdeckt wird, wenn andere Lebewesen aus
dem Umkreis erkranken (Brumm, 1985;
Medlau u. Ristic, 1992).
Verbreitung der Mikrosporie
beim Menschen
Microsporum canis ist der häufigste anthropozoophile Dermatophyt, der beim
Menschen für die präpubertäre Tinea capitis sowie für die Tinea corporis und die Tinea faciale bei Erwachsenen verantwortlich ist (Simpanya u. Baxter, 1996). Betroffen von der Mikrosporie sind häufig
Kinder, die mit infektiösen Tieren spielen.
Die Mikrosporie äußert sich in Form scheibenförmiger, leicht geröteter Flecken auf
der Haut, die von feinen Hautschuppen bedeckt sind. Oft sind auch die Kopfhaare
befallen. Hier bilden sich kreisförmige
Stellen, in denen die Haare alle auf der
gleichen Höhe abgebrochen sind. Auf der
Kopfhaut liegen feine Schuppen. Normalerweise kommt es nur zu oberflächlichen
Infektionen. Bei Menschen mit geschwächtem Immunsystem und bei Kindern kann es als Komplikation aber auch
zu einem Befall innerer Organe kommen.
Derzeit geht man von etwa 10.000 Erkrankungen im Jahr aus.
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Dermatophyt und
Wirt
Klinisch manifeste Hautläsionen sind bei adulten
Katzen nicht oft zu beobachten, da bei dieser Tierart selten deutliche Entzündungsreaktionen der
Haut gegen M. canis verursacht werden (Moriello,
1990; Peters, 2000). Der
Hautpilz ist gut an Katzen
Abb. 1: Akute Infektion mit M. canis
adaptiert. Er kann, ohne
Entzündungsreaktionen auszulösen, auf Haarkutikula durchdringt. Er wächst inderen Haut leben (Medlau u. Ristic, 1992). nerhalb von etwa sieben Tagen am HaarDas Auftreten und das Ausmaß einer kli- schaft entlang in die Tiefe und umgibt danisch manifesten Mikrosporie hängt einer- bei das Haar mit einem dichten Sporenseits von der Erregermenge und -virulenz, mantel (Moriello, 1990; Medlau u. Ristic,
andererseits von der individuellen Veran- 1992). An der oberen Grenze des Haarbullagung ab (Leimbeck, 1977). Bei Katzen- bus endet sein Wachstum (Weber u.
welpen kann eine M. canis Infektion le- Weiss, 1985). Hier befinden sich Zellen
bensbedrohlich sein. Bei ihnen sind die mit mitotischer Aktivität; Dermatophyten
Entzündungsreaktionen oft viel deutlicher können jedoch nur in keratinisierten Zellen
ausgeprägt als bei ausgewachsenen Tieren von Haut, Haaren und Nägeln wachsen
(Moriello, 1990). Dabei spielt auch der ge- (Weber u. Weiss, 1985). Kirk beobachtete
ringe Gehalt an Körperfettsäuren in der 1977, dass das Wachstum der Hautpilze
Haut von Jungtieren eine Rolle, die eine zudem nur auf Haaren möglich ist, die sich
fungistatische Wirkung haben (Moriello, in der Wachstumsphase befinden. In die
1990; Bruhn, 1992). Adulte Katzen besit- Kutikula telogener Haare, die im Wachszen oft eine erworbene Immunität (De Bo- tums-Ruhestadium stehen und somit nicht
er u. Moriello, 1993; Mignon et al., 1999). mitotisch aktiv sind, können sie nicht einDie Inkubationszeit dauert in der Regel ei- dringen. Nach den Beschreibungen von
ne bis vier Wochen. (Böhm, 1981; Sparkes Brumm (1985), Kraft und Dürr (1985) soet al., 1995; Peters, 2000). Bei der Katze wie Bruhn (1992) wird der Dermatophyt
kommt es zu einer klinisch manifesten In- von dem wachsenden Haarschaft passiv an
fektion, wenn es dem Dermatophyten ge- die Hautoberfläche geschoben. Das Haar
lingt, erfolgreich mit der physiologischen wird aufgrund der Umlagerung durch den
Hautflora und anderen
Abwehrmechanismen zu
konkurrieren. Er penetriert in die keratinisierten
Schichten der Epidermis,
in die Haarbälge und Haare. Die Pilzsporen wachsen dabei zu verzweigten
und septierten Hyphen
aus. Während seines
Wachstums bildet M. canis keratinolytische Enzyme, mit deren Hilfe er das
Stratum corneum und die Abb. 2: M. canis Infektion bei der Katze in Abheilung
Sporenmantel spröde und
bricht ab. Die vom Hautpilz
produzierten Stoffwechselprodukte führen zu einer
entzündlichen Reaktion der
Haut des Wirtes. Das Ausmaß der Entzündung ist neben Menge und Art der produzierten Stoffe stark vom
Immunstatus der Katze abhängig (Brumm, 1985;
Kraft u. Dürr, 1985; Bruhn,
1992). Histopathologisch
beobachtet man Follikulitis, Perifollikulitis, Furunkulose, perivaskuläre Dermatitis und Hyperkeratose
(Medlau u. Ristic, 1992).
Nach Brumm (1985), Moriello (1990) und Willemse
(1999) wandert M. canis einerseits durch die Wachstumshemmung infolge dieser Reaktionen und andererseits durch die begrenzte
Menge an Hornschichtmaterial an der Eintrittspforte
in die Peripherie zu den benachbarten Haaren. Die anfangs im Zentrum bestehende Entzündungsreaktion nimmt ab, während sie
zum Rande hin zunimmt.
Es entsteht das klassische
Bild der Mikrosporie mit
zentraler Heilzone und
erythematösem Ringwall
(Brumm, 1985; Moriello,
1990; Willemse, 1999).
Viele Katzen werden jedoch in einem Erkrankungsstadium vorgestellt,
in dem die sichtbaren Hautläsionen nicht direkt auf eine Pilzinfektion schließen
lassen.
Diagnostik
Ein Pilzbefall wird von vielen Tierhaltern unterschätzt. Trotz eindeutiger
Diagnose, werden Behandlungsempfehlungen und
Hygienemaßnahmen vom
Tierhalter oft nur unzureichend umgesetzt. Um erneute und weitere Infektionen anderer Tiere oder des
Menschen zu verhindern,
ist es im Falle einer diagnostizierten Mikrosporie der
Katze wichtig, dass die Infektionsquelle identifiziert
wird, um diese gezielt zu
therapieren (Böhm u. Langbein, 1982; Howell et al.,
1999). Im Internet, insbesondere in Katzenforen,
kursieren viele Ideen zur
Behandlung und Diagnostik. Nachfolgend die
tierärztlichen
Diagnosemöglichkeiten
zum
Nachweis oder Ausschluss
einer Infektion mit Microsporum canis:
1. Wood’sche Lampe
2. Pilzkultur
3. Trichogramm
4. Hautbiopsie
Wood’sche Lampe
Die Wood’sche Lampe
emittiert langwelliges UV
A-Licht in einem Bereich
von etwa 250 Nanometer
Länge. Vor deren Benutzung muss die Lampe fünf
Minuten aufgewärmt, und
der Raum sollte für die Untersuchung vollständig abgedunkelt werden. Der
Nachweis von M. canis
mittels Wood’scher Lampe
beruht auf dessen Fähigkeit, Tryptophan-Metaboliten zu produzieren, die unter der Wood’schen Lampe
fluoreszieren
(JanssenMüller, 1988; Moriello,
1990; Mayr, 1993; Böhm
1994; Moriello u. De Boer,
1995; Carlotti, 1997; Kefa-
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und auch nicht auf einer
positiven Pilzkultur zu
finden. Asymptomatische Sporenträger sind
auf diese Weise nicht zu
identifizieren. Bei nur 50
- 80 % der befallenen
Katzen mit Microsporum
canis produziert der Pilz
diese Stoffwechselprodukte, die unter Beleuchtung der Wood’schen
Lampe eine gelbgrüne
Abb. 3: Säugling mit M. canis Infektion
Fluoreszenz
zeigen
(Brumm, 1985, Ackerman, 1991; Medleau u.
Ristic, 1992; De Boer u.
Moriello, 1995; Paterson,
2000). Andere Dermatophyten wie M. gypseum
und Trichophyton mentagrophytes oder T. verrucosum zeigen keine Fluoreszenz. Keine Fluoreszenz bedeutet aber nicht,
dass kein Pilz vorhanden
ist. Salben, Schampoos
und Cremes können zu einer Unterdrückung der typischen M. canis-Fluoreszenz
unter
der
Abb. 4: Kleinkind mit M. canis Infektion
Wood’schen
Lampe
lidou et al., 1997; Paterson, 2000; Peters,
führen. Aber auch falsch positive Ergeb2000). Nur Pilze, die in aktiv wachsenden
nisse sind nach topischer SalbenanwenHaaren leben, sind in der Lage, diese Fludung oder einer Hautbesiedlung mit Pseuoreszenz auszulösen. Die Fluoreszenz ist
domonas aeruginosa möglich. Diese
demnach nicht in Hautschuppen, Krusten
falsch-positiven Fluoreszenzen sind meist
nicht im Bereich der
Haarschäfte zu finden,
sodass die richtige Zuordnung bei geübten Untersuchern möglich ist.
Gelblich aufleuchtende
Krusten, Schuppen und
Staubpartikel führen häufig zu falsch-positiven
Ergebnissen.
Die
Wood’sche Lampe ist eine zusätzliche Diagnosemöglichkeit, mit deren
alleinigem Ergebnis ein
Pilz weder bestätigt noch
Abb. 5: baumwollähnliches Wachstum von M. canis, Pilzkultur
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ausgeschlossen werden sollte.
Pilzkultur
Zur Untersuchung kommen Haare in auffälligen Hautarealen, die unter der
Wood’schen Lampe fluoreszieren. Bei
fehlender Fluoreszenz (oder bei Fehlen der
Lampe) sollten längere Haare bis wenige
Millimeter über der auffälligen Haut
gekürzt werden. Bevor man die Haare mit
einer Klemme herausrupft, kann die Haut
mit Alkohol betupft werden, um mögliche
Kontaminanten zu beseitigen. Wichtig bei
der Desinfektion ist, dass man nicht über
die Probenentnahmestelle wischt, da sonst
Pilze mit entfernt werden. Mit einer sterilen und trocknen Skalpellklinge können
Krusten und Schuppen für die Probe entnommen werden. Es sollte nicht zu viel
Material sein, um Überwucherungen mit
Sekundärerregern zu vermeiden. Eine gute
Möglichkeit bei klinisch unauffälligen
Katzen eine aussagekräftige Haarprobe zu
erhalten ist die MacKenzie-ToothbrushMethode (Weiss, 1983; Brumm, 1985;
Janssen-Müller, 1988; Moriello, 1990;
Hönel, 1995; Moriello u. De Boer, 1995;
Peters, 2000). Hierbei werden mittels einer
Zahnbürste durch zweiminütiges Bürsten
aller Körperpartien Haare gewonnen, die
später im Labor untersucht werden. Entschließt man sich, eine Pilzkultur im eignen Hause anzulegen, muss die Auswahl
des Nährmediums nach dem zu erwartenden Ergebnis erfolgen. Das am häufigsten
verwendete Nährmedium ist der Sabouraud-Dextrose-Agar, wobei idealerweise
zwei Ansätze bei unterschiedlichen Temperaturen bebrütet werden sollten. M. canis wächst meist innerhalb von zwei Wochen. Die Sporen von symptomfreien Trägertieren benötigen für den positiven
Nachweis auf dem Agar bis zu drei Wochen. Eine Gesamtbebrütungsdauer von
vier Wochen mit täglicher Kontrolle ist
immer einzuhalten. In vielen Hautläsionen
sind Hefen und Schimmelpilze als sekundäre Begleiterreger zu finden, die auf Testmedien wie dem Sabouraud-Agar ein
schnelles Wachstum aufweisen. Wichtig
ist die Unterscheidung dieser Sekundärerreger vom eigentlichen Primärkeim
Microsporum canis. Aus diesem Grunde
sind viele Agars mit Cyclohexamid, Gentamicin und Chlortetracyclin versetzt. So
sollen Bakterien und saprophytishe Pilze
in ihrem Wachstum gehemmt werden. Als
pH-Indikator ist Phenolrot zugesetzt. M.
canis verstoffwechselt die ersten sieben bis
zehn Tage Protein aus dem Nährmedium,
wodurch ein alkalisches Milieu entsteht.
Aufgrund der pH-Änderung kommt es zu
einem Farbumschlag des Agars. Die meisten anderen Pilze verbrauchen zuerst
Kohlenhydrate, dann erst Protein. Bei diesen kommt es erst nach ca. 14 Tagen zu einem Farbumschlag des Agars. Im Gegensatz zu M. canis wird der Farbumschlag bei
Saprophyten erst bemerkt, wenn die Kultur
schon einige Zeit gewachsen ist und eine
gewisse Größe erreicht hat. Die gewachsene Kultur muss zur genaueren Bestimmung mikroskopisch untersucht werden.
Dazu wird ein durchsichtiger Klebestreifen
auf die Kultur gelegt, und zusammen mit
einem Tropfen Methylenblau auf einen
Objektträger gebracht.
Die Unterscheidung und
Bestimmung der Pilze erfordert Erfahrung und
kann zu Schwierigkeiten
führen. In unklaren Fällen
sollte die Kultur an ein
Labor geschickt werden.
Microsporum canis zeigt
in der Kultur ein weißes,
baumwollähnliches
Wachstum. In der mikroskopischen Untersuchung Abb. 6: spindelförmige Makrokonidien mit Unterteilungen von M. canis,
zeigen sich spindelförmi- mikroskopisches Präparat
ge, dickwandige Makrokoniden mit endständigem Pfropfen und 6- Grenzbereiche alopezischer Areale und
Stellen mit akutem Haarverlust. Die ent9 Unterteilungen.
nommenen Haare werden auf einen ObTrichogramm
jektträger gebracht, mit einem Tropfen
Unter einem Trichogramm versteht man Paraffin Öl fixiert und ein Deckglas aufgedie mikroskopische Beurteilung von Haa- bracht. Die Probe wird mikroskopisch unren. Diese werden mit einer Klemme oder ter 40- bis 100-facher Vergrößerung unterPinzette aus auffälligen Bereichen heraus- sucht. Die Identifizierung von Kutikel,
gezupft. Besonders geeignet sind die Mark und Rinde von befallenen Haaren ist
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wird eine Follikulitis unklarer Ätiologie diagnostiziert,
die bei entsprechender Differenzialdiagnose den Verdacht
erhärtet. Parallel zur Biopsie
sollte immer eine Kultur angelegt werden, um den Pilz
namentlich zu identifizieren.
Der große Vorteil einer Biopsie ist die rasche Diagnose,
die man meist bereits nach einigen Tagen vom Labor erhält. Der Nachteil ist die Invasivität, da bei Katzen häufig eine Sedation erforderlich
ist. Einige Katzen können jedoch mit einem LokaAbb. 7: befallenes Haar, die Haarstruktur ist aufgelöst, mikroskopisches
lanästhetikum (Lidocain 2 %)
Präparat
gut bioptiert werden. Die Gesamtdosis sollte bei Katzen
meist unmöglich. Die Erfahrung des Unnicht mehr als 3 ml Lidocain betragen. Für
tersuchers beeinflusst die Sicherheit der
eine Stanze mit 8 mm Durchmesser genüDiagnose ganz entscheidend. Negative
gen 0,3 ml Lidocain s.c. Je größer die entTrichogramme bei hochgradiger Mikronommene Biopsie, desto höher ist die
sporie sind bei optimaler Probenentnahme
Wahrscheinlichkeit einer Diagnose. In der
und Bewertung nicht selten. Die Diagnose
Katzen-Praxis haben sich für Hautbiopsiallein aufgrund eines Trichogramms zu
en 8 mm Stanzen bewährt.
stellen, ist äußerst unzuverlässig. Der diDie Therapie
rekte Pilznachweis von Haar- und Hautproben gelingt mikroskopisch im NativIn vielen Fällen heilen die durch M. canis
präparat, wenn durch die Zugabe von
hervorgerufene Hautveränderungen ohne
DMSO (Dimethylsulfoxid) zur Probe die
Therapie ab. Einige Katzenhalter sehen
Aufweichung des Keratinmaterials erfolgt
dann keine Notwendigkeit einer Therapie,
ist (Kunstyr et al., 1980; Moriello, 1990;
die nicht nur kosten-, sondern auch zeitinMayr, 1993; Böhm, 1994; Kraft u. Dürr,
tensiv ist und mit möglichen Nebenwir1995; Moriello u. De Boer, 1995; Siesekungen behaftet sein kann. Auch wenn für
nop et al., 1996). Auch Kalilauge wird verden Tierarzt die Heilung der Katze im
wendet, um das Horn im Probenmaterial
Vordergrund steht, so ist es nicht weniger
aufzulösen. Durch die Lauge werden die
wichtig, den Tierhalter und andere PersoHaare gebleicht, sodass Pilzstrukturen
nen vor einer Infektion zu schützen. Für
leichter erkannt werden können. Nach eiden Menschen stellt M. canis eine besonner Wartezeit von zwei Tagen kann die
dere Gefahr dar (Romano, 1999). Im JahProbe licht- oder fluoreszenzmikroskore 1994 berichtete Böhm bereits davon,
pisch untersucht werden (Janssen-Müller
dass drei von vier menschlichen Pilzinfek1988; Mayr 1993; Moriello u. DeBoer
tionen von Katzen stammen. Durch die
1995b; Sparkes et al. 1996; Peters 1999).
Zunahme der Katzenpopulation bis heute
Hautbiopsie
ist mittlerweile mit einer weit höheren InHautbiopsien werden im Rahmen der Pilzfektionsrate zu rechnen. Betroffen sind
diagnostik selten entnommen. In 60-80 %
überwiegend Kinder (Jehn, 1997), die neder Fälle ergeben diese jedoch eine gesiben dem noch nicht so gut entwickelten
cherte Diagnose. In den übrigen 20 – 40 %
Immunsystem (Moriello u. De Boer,
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1995) ein zusätzlich erhöhtes Risiko tragen, da sie altersgemäß einen sehr engen
Kontakt zu den Tieren haben (Böhm,
1994). Die Mikrosporie kann in Kindergärten und Schulen endemisch auftreten
(Jehn, 1997). Abwehrschwache Personen
gelten allgemein als besonders empfänglich für M. canis Infektionen (Moriello u.
De Boer, 1995). Für den Tierarzt ist es,
auch aus juristischen Gründen, ungemein
wichtig, seine Kunden hinsichtlich Therapie und Gefahren der Mikrosporie zu beraten. Eine Therapie sollte nach einem positiven Test immer durchgeführt werden,
selbst wenn bis zum Erhalt des Ergebnisses der Pilzkultur keine klinisch auffälligen Hautareale mehr vorhanden sind. Bei
einem akuten Infektionsverdacht muss die
Therapie immer umgehend begonnen werden, auch wenn noch kein eindeutiger Befund vorliegt. Ziel der Therapie ist zum einen die Verkürzung der Krankheitsdauer,
zum anderen die Verhinderung der Ausbreitung und Ansteckungsgefahr. Pilzsporen verbreiten sich leicht und können jahrelang ihre Infektiosität beibehalten. Die
hohe Tenazität der Sporen macht die
gründliche und langwierige Prozedur der
Desinfektion deshalb unumgänglich
(Rycroft u. Mc Lay, 1991; Mignon u.
Losson, 1997; Paterson, 2000). Eine vollständige Entfernung aller Keime ist
schwierig, aber möglich (Griffin, 1993;
Böhm, 1996).
Topische Therapie
Sichtbare Läsionen auf der Haut können
äußerlich behandelt werden. Die topis che
Therapie ist erforderlich, um das Übertragungsrisiko und die Kontamination der
Umgebung zu unterbinden. Kontraindiziert sind Kortikosteroide, die eine immunsuppressive Wirkung haben. Sie Erleichtern die Ansiedlung des Pilzes und
können das klinische Bild noch verschlimmern. Nichtsteroidale Antiphlogistika sind
ebenfalls zu vermeiden, da eine lokale
Entzündung die Heilung beschleunigt. (De
Keyser u. van den Brande, 1983). Die bei
langhaarigen Katzen empfohlene Schur
des Felles birgt die Gefahr, dass infolge
von gesetzten Mikrotraumen neue Infek-
tionsherde entstehen (De Boer u. Moriello,
1995; Griffin, 1993; Peters, 2000).
Topische Therapie mit Salben und Cremes
Die lokale Applikation von Salben oder
Cremes ist als Alleintherapie bei klinisch
inapparenten Katzen oft unzureichend
(Kroker, 1994; De Boer u. Moriello 1995;
Moriello, 1996; Paterson, 1999; Peters,
2000).
Topische Therapie mit Bädern und Waschungen
Enilconazol, z.B. Imaverol® ist ein synthetisches Antimykotikum mit einer stark
fungiziden Wirkung gegen Dermatophyten
bei Rind, Pferd und Hund. Waschungen
oder Ganzkörperbäder mit Enilconazol
sind erfolgversprechender als die Anwendung von Salben und Cremes (Liebl, 1982;
Brumm, 1985; Janssen-Müller, 1988; Moriello, 1990; Mayr, 1993; Moriello u. De
Boer, 1995; Peters, 2000). Die empfohlene
Verdünnung beträgt 1:50, also eine 2%ige
Gebrauchslösung, was einer 0,2prozentigen Wirkstoffkonzentration entspricht
(Desplenter, 1989). Die primäre antimykotische Wirkung beruht auf einer Hemmung
der Biosynthese des Ergosterins, welches
ein essentieller Bestandteil der Zellmembran von Pilzen und Hefen ist. Für Katzen
besitzt Enilconazol keine Zulassung, ist
aber bei ihnen ebenfalls gut wirksam, das
Mittel der Wahl und kann umgewidmet
werden. Vier Behandlungen im Abstand
von drei bis vier Tagen sind meist ausreichend.
Systemische Therapie
Alternativ oder zusätzlich empfiehlt sich
die systemische Therapie mit einem fungistatisch wirkenden Antimykotikum, z.B.
Griseofulvin, oder einem fungiziden Imidazolderivat, z. B. Ketoconazol (Weiss,
1983; Brumm, 1985; Janssen-Müller,
1988; Griffin, 1993; Kroker, 1994) oder
Itraconazol (Moriello, 1990; De Boer u.
Moriello, 1995; Moriello u. De Boer,
1995; Wildfeuer u. Seidl, 1995; Carlotti
1997; Mancianti et al., 1997; Peters, 2000).
Als Gegenanzeigen für Griseofulvin sind
Trächtigkeit, Juvenilität (bis zum Alter von
10 Wochen) und Leberschäden bekannt.
Bei den Rassen Siam, Abessinier und Himalayan ist eine Behandlung abzuwägen
(Ackermann, 1991; Kroker, 1994; De Boer u. Moriello, 1995; Moriello, 1996; Paterson, 2000). Als Nebenwirkungen können bei Griseofulvin und bei den Azolderivaten gastrointestinale Reizerscheinungen
und toxische Leberschäden auftreten. Bei
Griseofulvin kann es zu einer Leukopenie
kommen (De Keyser u. Van Den Brande,
1983; Heymann, 1986; Van Winkle, 1987;
De Boer u. Oriello, 1995; Frey u. Löscher,
1995; Mancianti et al., 1998; Peters, 2000).
Bei der Gabe von Itraconazol ist die Lebertoxizität bei guter Wirksamkeit deutlich
geringer, da es in Intervallen angewendet
wird (Mancianti et al., 1998). Lufenuron
wurde erstmals 2000 in einer Publikation
im Rahmen der Behandlung mit M. canis
genannt (Ben-Ziony, 2000). Lufenuron ist
ein oral zu applizierender Insektenentwicklungshemmer mit ovizider und larvizider Wirkung. Die Wirkung des Lufenurons beruht auf der Hemmung der Synthese, Polymerisation und Deposition von
Chitin.
Da die Zellwände von Pilzzellen ebenfalls
aus verschiedenen Polysacchariden, insbesondere Chitin, Chitosan, Glucan und
Mannan bestehen, besitzt Lufenuron auch
fungizide Wirkung (Ben-Ziony, 2000).
Diese Meinung wird auch in vielen Internetforen vertreten und hält sich hartnäckig.
Neuere Studien und Untersuchungen können die Wirksamkeit von Lufenuron gegen Dermatophyten nicht bestätigen. Auch
eine prophylaktische Wirkung von Lufenuron als Vorbehandlung vor Belastungsexposition konnte nicht festgestellt
werden. Oral verabreichtes Lufenuron verhindert weder eine Dermatophytose, noch
verändert es den Verlauf der Infektion
(Moriello, 2004). Cieslicki stellte 2005
fest, dass Lufenuron in einer Dosierung
von 120 mg/kg bei der klinischen Dermatophytose der Katze zwar zu klinischen
Heilungsraten von 72 % (orale Gabe) respektive 90 % (Injektion) führt, die mikrobiologischen Heilungsraten jedoch mit
27 % bzw. 20 % sehr gering waren. Bei latenten Trägern war Lufenuron mit 0 bzw.
11 % mykologischer Heilung wirkungslos.
Topische und systemische Therapie
Der Vorteil der kombinierten systemischen und topischen Waschungstherapie
ist die Beseitigung der Erreger aus dem
Haarkleid. Zusätzlich wird das Eindringen
des Pilzes in die Haut durch Einlagerung
des Wirkstoffes in diese verhindert. (Kroker, 1994; Paterson, 1999; Peters, 2000).
Es empfiehlt sich, subklinisch infizierte
Katzen zu baden, auf eine systemische
Therapie kann bei diesen Katzen verzichtet
werden (Peters, 2000).
Therapiedauer
Die Behandlung wird bei klinisch auffälligen Katzen so lange fortgesetzt, bis ein
Therapieerfolg sichtbar ist. Die Dauer
beläuft sich auf ein Minimum von sechs
bis acht Wochen, da vier Wochen nach Behandlungsbeginn eine kulturelle Pilzuntersuchung eingeleitet wird, deren Ergebnis
im Durchschnitt drei bis vier Wochen dauert. Wird kein M. canis mehr nachgewiesen, ist die Behandlung beendet. Sollte das
Ergebnis positiv sein, wird noch mal vier
Wochen weiter behandelt und anschließend erneut eine Pilzkultur angefertigt.
Erst wenn zwei negative Testergebnisse
mit einem vierwöchigen Abstand vorliegen, ist die Behandlung beendet.
Desinfektion
Microsporum canis kann ohne Wirt jahrelang überdauern. Eine Infektion oder auch
Reinfektion ist von unbelebten Vektoren
wie Möbeln und Teppichen sowie Katzenspielzeug möglich. Die Hygiene der Umgebung ist von entscheidender Bedeutung.
Eine noch so gewissenhaft und intensiv
durchgeführte Therapie der Tiere ist ohne
gleichzeitige Reinigung der Lagerstätten
durch Saugen und Wischen, Beseitigung
der Haare und der Staubsaugerbeutel, besonders aber regelmäßige Desinfektion der
Möbel, Decken, Kratzbäume, Bürsten etc.
meist nicht von dauerhaftem Erfolg gekrönt (Janssen-Müller, 1988; Rycroft u.
McLay, 1991; Griffin, 1993; Kroker,
1994; De Boer u. Moriello, 1995; Mignon
u. Losson, 1997; Paterson, 2000). Die
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Originalien: Bildung
& Wissen
Kleidung der Katzenhalter und die Textilien der Katzenlager müssen in die Umgebungsbehandlung einbezogen werden.
Kochwäsche ist als keimfrei anzusehen
(Janssen-Müller, 1988). Textilien, die bei
niedrigeren Temperaturen gewaschen
werden, können durch Zusatz fungizider
Mittel zum Spülgang hygienisch unbedenklich gemacht werden. Das Mittel der
Wahl für die Desinfektion ist Chlorbleiche. Da Chlorbleiche nicht auf allen Materialien anwendbar ist, muss dies vor dem
Aufbringen abgeklärt werden. Alternativ
kann dann Enilconazol benutzt werden
(Brumm, 1985; Van Cutsem et al., 1985;
Wright, 1987; Moriello u. De Boer, 1995;
Rochette u. Van Meiraeghe, 1997; Peters,
2000). Die empfohlene Konzentration
liegt bei 0,2 % vol. (Brumm, 1985) bzw.
50 mg/m2 Oberfläche (Van Cutsem et al.,
1985; Rochette u. Van Meiraeghe, 1997).
Die Einwirkzeit für Enilconazol beträgt
auf glatten Flächen 20 bis 30 Minuten, auf
absorbierenden Materialen zwei bis drei
Stunden. Auf einen großflächigen Einsatz
und auf Enilconazol-Verdampfer sollte
verzichtet werden. Kontrolluntersuchungen der Oberflächen (Bürsten-, Tupferoder Abklatschproben) sind empfehlenswert, um die Sporenbelastung der einzelnen Bereiche und den Erfolg der Raumdesinfektion zu überprüfen und dokumentieren zu können (Paterson, 1999, 2000).
Fazit
Der Befall einer Katze mit Microsporum
canis und dessen Auswirkungen werden
von den meisten Katzenhaltern unterschätzt. Für den Züchter bedeutet die Infektion einen deutlichen wirtschaftlichen
Verlust. Insgesamt bedeutet eine M. canis
Infektion in einem Haushalt eine sehr zeitund arbeitsaufwendige Situation für die
Tierhalter. Es ist die Aufgabe des Tierarztes, seinen Kunden die Dauer und Prognose einer M. canis Behandlung aufzuzeigen. Nicht selten wird aufgrund ungenügender Aufklärung vonseiten des behandelnden
Tierarztes
während
der
Behandlung der Tierarzt gewechselt, weil
der Therapieerfolg scheinbar ausbleibt.
212
KLEINTIERMEDIZIN 7/8-2010
Bereits im Vorfeld müssen die Schwierigkeiten dieser sehr hartnäckigen und ansteckenden Erkrankung besprochen werden.
Anschrift des Autors
Dr. Michael Streicher
Fachtierarzt für Kleintiere,
Tierärztliche Praxis für Katzen
Fischbachstr. 10a
61440 Oberursel
www.katzen-praxis.de
Literatur
Ackermann L (1991): Dermatophytosis (ringworm) in
pets. Pet-Focus 3, 8-10.
Ben-Ziony Y und Arzi B (2000): Use of lufenuron for
treating fungal infections of dogs and cats: 297 cases
(1997-1999). J. Am. Vet. Med. Assoc. 217: 1510-1513.
Böhm KH und Bisping W (1968): Latente Hautpilzinfektionen bei Tieren und ihre Bedeutung für die Epidemiologie der animalen und humanen Dermatophytosen.
Dtsch. Tierärztl. Wochenschr. 75: 473-476.
Böhm W und Langbein E (1982): Bericht über eine
Gruppeninfektion durch Microsporum canis im Bezirk
Magdeburg. Derm. Monatsschr. 168: 547-549.
Böhm KH: (1994): Katzen und menschliche Mikrosporie. Kleintier-Prax. 39: 111-113.
Böhm KH, Busse M und Siesenop U (1996): Die Bedeutung der Dermatophytosen bei Hund und Katze- ein
Rückblick auf 11 Jahre mykologische Routinediagnostik.
Kleintierpraxis 41: 483-491.
Bruhn M (1992): Grundlagen der Immunität und Allergie bei Dermatomykosen - ein Literaturüberblick -. Hannover, Tierärztl. Hochsch., Diss.
Brumm F(1985): Untersuchungen zur Mikrosporie der
Katze Hannover, Tierärztl. Hochsch., Diss.
Carlotti DN (1997): Canine and feline superficial fungal
skin infections. Proceedings of Voorjaarsdagen Congress
1997, 25.-27. April 1997, Amsterdam, Netherlands. Vet.
Q. 19: 45-46.
Cieslicki M (2005): Klinische und mykologische Wirksamkeit von Lufenuron bei der Dermatophytose der Katze. Kleintierpraxis 50: 575-580.
De Boer DJ und Moriello KA (1995): Investigations of a
killed dermatophyte cell-wall vaccine against infection
with Microsporum canis in cats. Res. Vet. Sci. 59: 110113.
De Keyser H und Van den Den Brande F (1983): Ketoconazole in the treatment of dermatomycosis in cats and
dogs. Vet. Q. 5: 142-144.
Desplenter L (1989): Dermatophytosis in small animals:
topical treatment and environmental control with enilconazole. Tijdschr. Diergeneeskd. 114: 33-24.
Frey HH und Löscher W (Hrsg.) (1996): Lehrbuch der
Pharmakologie und Toxikologie für die Veterinärmedizin. Enke, Stuttgart.
Griffin CE (1993): Dermatophyte Therapy. Proc.North
Amer.Vet.Conference, 16.-21. Jan. 1993, Orlando, Florida, USA.
Heymann LD (1986): Thiabendazole treatment of ringworm in a cat. Mod. Vet. Pract. 67: 545.
Hönel A (1995): Ein Beitrag zur Epidemiologie der Dermatophytosen bei klinisch gesunden Langhaarkatzen.
Wien. Tierärztl. Monatsschr. 83: 34.
Howell SA, Barnard RJ und Humphreys F (1999): Application of molecular typing methods to dermatophyte species that cause skin and nail infections. J. Med. Microbiol. 48: 33-40.
Janssen-Müller C (1988): Ein Beitrag zur Diagnostik und
Therapie von Dermatomykosen bei verschiedenen Kleintieren (Hund, Katze, Chinchilla)
München, Med.Tierkl. LMU, Diss. Jehn, 1997.
Kefalidou S, Odia S, Gruseck E, Schmidt T, Ring J und
Abeck D (1997): Wood’s light in Microsporum canis positive patients. Mycoses 40: 461-463.
Kirk RW (1977): Dermatophyte infections. In: Current
veterinary therapy. VI.: Small animal practice, S.558568, Verlag W.B. Saunders Company, Philadelphia,
London, Toronto.
Kunstyr I, Heimann W, Matthiesen T und Militzer K
(1980): Dermatomykosen bei Versuchstieren unter der
besonderen Berücksichtigung von Differential-Diagnose,
Prophylaxe und Therapie. Berl. Münchn. Tierärztl. Wochenschr. 93: 347-350.
Kraft W und Dürr UM (1985): Katzenkrankheiten / Klinik und Therapie. Verlag Schaper Hannover.
Kroker R (1994): Pharmaka zur Behandlung von Pilzinfektionen in: Kroker R, Löscher W und Ungemach F.
(1994). Grundlagen der Pharmakotherapie bei Haus- und
Nutztieren. 4. Aufl., Parey, Hamburg.
Leimbeck R (1977): Mykosen bei Hund und Katze.
Kleintierpraxis 22: 45-84.
Liebl HD (1982): Zur Diagnose von Dermatomykosen
bei Haustieren und der Therapie mit Enilconazol. München, Diss.
Male O, Thurner J und Jaksch W (1980): Dogs and cats
as sources of humans of human dermatomycoses. In: H.J. Preusser (Hrsg.): Medical Mycology. Zentralbl. Bakteriol., Suppl. 8, 353-350, Gustav Fischer Verlag, Stuttgart,
New York.
Mancianti F, Zullino C und Papini R (1997): Itraconazole susceptibility of feline isolates of Microsporum canis.
Mycoses 40: 313-315.
Mancianti F, Pedonese F und Zullino C (1998): Efficacy
of oral administration of itraconazole to cats with dermatophytosis caused by Microsporum canis. J. Am. Vet.
Med. Assoc. 213: 993-995.
Mayr A (1993): in: Rolle M und Mayr A (Hrsg.), Medizinische Mikrobiologie, Infektions- und Seuchenlehre, 5.
Aufl., Enke, Stuttgart.
Medleau L und Ristic Z (1992): Diagnosing dermatophytosis in dogs and cats. Vet. Medicine 11: 1086-1091.
Mignon BR und Losson BJ (1997): Prevalence and characterization of Microsporum canis carriage in cats. J.
Med. Vet. Mycol. 35: 249-256.
Moriello KA (1990): Management of dermatophyte infections in catteries and multiple-cat households. Vet.
Clin. North Am. Small Anim. Pract. 20: 1457-1474.
Moriello KA und De Boer DJ (1995): Feline dermatophytosis. Recent advances and recommendations for
therapy. Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract. 25:
901-921.
Moriello KA (1996): Treatment of feline dermatophytosis: Revised recommendations.
Feline Pract. 24: 32-37.
Moriello KA, Deboer DJ, Schenker R, Blum JL und
Volk LM (2004): Efficacy of pre-treatment with lufenuron for the prevention of Microsporum canis infection in
a feline direct topical challenge model..Vet. Dermatol.
15: 357-362.
Müller R und Loeffler A (1992): Allgemeine Mykologie.
Thieme Verlag New York.
Paterson S (1999): Miconazole/chlorhexidine shampoo
as an adjunct to systemic therapy in controlling dermatophytosis in cats. J. Small Anim. Pract. 40: 163-166.
Paterson S (2000): Skin diseases of the cat. Blackwell,
Oxford.
Peters S. (2000): “Routinefälle” Kleintier Konkret, 3035.
Rochette F und Van Meiraeghe P (1997): Enilconazole
as a treatment of naturally occurring dermatophytosis in
rabbit farms: A review. World Rabbit Science 5: 7-11.
Romano C (1999): Tinea capitis in Siena, Italien. Retrospektive Analyse der letzten 18 Jahre. Mycoses 42: 559562.
Rycroft AN und Mc Clay C (1991): Disinfectants in the
control of small animal ringworm due to Microsporum
canis. Vet. Rec. 129: 239-241.
Siesenop U, Busse M und Böhm KH (1996): Die Bedeutung der Dermatophytosen bei Hund und Katze - ein
Rückblick auf 11 Jahre mykologische Routinediagnostik.
Kleintier-Prax. 41: 483-491.
Simpanya MF und Baxter M (1996): Multiple proteinases from two Microsporum species. J. Med. Vet. Mycol.
34: 31-36.
Sparkes AH, Stokes CR und Gruffydd-Jones TJ (1995):
Experimental Microsporum canis infection in cats: correlation between immunological and clinical observations.
J. Med. Vet. Mycol. 33: 177-184 (Abstr.).
Van Cutsem J, Van Gerven F, Geerts H und Rochette F
(1985): Treatment with enilconazole spray of dermatophytosis in rabbit farms. Mykosen 28: 400-407.
Van Winkle GD (1987): Chlorhexidine treatment of ringworm in a cat. Mod. Vet. Pract. 68, 310.
Weber A und Weiss R (1985): Mykosen. In: W. KRAFT
u. U. M. DÜRR (Hrsg.): Katzenkrankheiten, Klinik und
Therapie. 2. Aufl. Verlag M. u. H. Schaper, Hannover,
111-121.
Weiss R (1983): Zur Behandlung mikrosporiekranker
Katzen mit Ketoconazol und Enilconazol. Kleintierprax.
28: 433-438.
Wildfeuer A und Seidl HP (1995): Comparison of the in
vitro activity of fluconazole against Candida albicans and
dermatophytes. Arzneimittelforschung. 45: 819-821 (Abstr.).
Willemse T (1999):Klinische Dermatologie von Hund
und Katze. Schattauer Stuttgart.
Wright AA (1987): Ringworm in the cat. Feline Pract.
17: 34-35.