Leistungsverzeichnis Institut für Virologie
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Leistungsverzeichnis Institut für Virologie Direktor: Univ.-Prof. Dr. med. Florian Klein UNIKLINIK KÖLN akkreditiert nach DIN EN ISO 15189 Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren Version 5.0, Februar 2017 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Herausgeber: Institut für Virologie Uniklinik Köln Prof. Dr. med. Ulrike Wieland Fürst-Pückler-Str. 56 50935 Köln E-mail: [email protected] Layout: Thomas Müller Die jeweils aktuellste Version des Leistungsverzeichnisses finden Sie auf unserer Homepage: http://virologie.uk-koeln.de/diagnostik Eine gedruckte Version des Leistungsverzeichnisses ist bei Herrn Thomas Müller anforderbar ([email protected], Tel. 0221 – 478 85801). 1 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 2 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Inhaltsverzeichnis 1. Anschrift, Anfahrt und Lage 4 2. Öffnungszeiten, wichtige Telefonnummern, Notfalluntersuchungen 5 3. Ansprechpartner für die virologische Beratung 6 4. Handbuch für die Primärprobenentnahme 4.1 Hinweise zu Probenentnahme und Transport 4.2 Leistungsanforderung 4.3 Vorgehen bei V.a. Vogelgrippe 4.4 Vorgehen bei V.a. eine Infektion mit hochinfektiösen Erregern 8 11 16 17 5. Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren 18 6. Leistungsspektrum Einzeluntersuchungen (alphabetisch nach Erregernamen) 19 mit Angaben zu Testmethode, Untersuchungsmaterial, Probenmenge, Abnahme/Transport, Untersuchungsdauer, Indikation, Interpretation 7. 8. 9. Genotypisierung und Resistenztestung 7.1 HBV – Hepatitis-B-Virus 7.2 HCV – Hepatitis-C-Virus 7.3 HIV – Humanes Immundefizienz-Virus 36 36 38 Organbezogene klinische Symptomatik bei Virusinfektionen Auge Bewegungsapparat, Muskulatur Korpuskuläre Blutbestandteile, Blutbildung, Immunorgane Gastrointestinaltrakt Leber, Pankreas Geschlechtsorgane Haut und Schleimhaut Herz und Gefäße Mundhöhle, Rachen, Hals Nase, Ohren Niere, Harnwege, Nebenniere Nervensystem Respirationstrakt Schwangerschaft 42 43 43 44 44 45 45 47 47 48 48 49 50 51 HPV-Typen in klinischen Läsionen 52 10. Literatur 54 11. Meldepflicht (§ 6-10 Infektionsschutzgesetz) 55 12. Abkürzungsverzeichnis 60 3 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 1. Anschrift, Anfahrt und Lage Institut für Virologie, Uniklinik Köln Fürst-Pückler-Str. 56, 50935 Köln Straßenbahnhaltestellen: Linien 7 und 13 Haltestelle „Wüllnerstr.“ Linien 1 und 7 Haltestelle „Aachener Str./Gürtel“ Lindenthal Fahrplanauskunft: http://www.kvb-koeln.de Aachener- H Kitsch- Schmidt- Lindenthal Friedrich- Aachener-Str./ Gürtel Str. H Zentrum Str. Institut für Virologie Str. Fürst-Pückler-Str. burger- A1 A57 Köln-Nord A3 Köln-Ost KölnLövenich A4 Aachener Str. Dreieck-Heumar Köln-West A4 A1 Köln-Süd A555 4 A59 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 2. Öffnungszeiten, Telefonnummern, Notfalluntersuchungen Öffnungszeiten: Montag – Freitag 8:00 – 19:30 Samstag 8:00 – 16:00 Sonntag u. nachts (bis 24 h) Dienst-Handy für Notfallteste (s. u.) Wichtige Telefonnummern: Diagnostik-Sekretariat (Befundauskunft bis 16:15) 0221 / 478 - 85803 Karin Decker Anforderung von Transportröhrchen 0221 / 478 - 85803 FAX 0221 / 478 - 85804 Diensthandy (8 bis 24 h, Mo-So) 0173 / 51 61 790 Ansprechpartner für die virologische Beratung siehe Telefonnummern Seiten 6 und 7 Probentransport bei Notfällen (TAXI anfordern!!!) 0221 / 478 - 5492 Bitte fordern Sie bei Notfall-Untersuchungen immer ein TAXI an! Mit dem normalen Probentransport (Blutläufer) kann es mehrere Stunden dauern, bis die Probe unser Institut erreicht. Über das Diensthandy ist außerhalb der Öffnungszeiten von bis 24:00 Uhr (sonntags von 8:00 - 24:00 Uhr) ein Wissenschaftlicher Mitarbeiter erreichbar, um in dringenden Fällen Notfalluntersuchungen für folgende Parameter durchzuführen: • HIV-Antigen/Antikörper Suchtest • HCV-Antikörper Suchtest • Hepatitis B-Surface Antigen (HBs-Antigen) • VZV-IgG Für Notfalluntersuchungen wenden Sie sich bitte an das Diagnostik-Sekretariat, nach 16:15 Uhr direkt an das Labor (478 - 85831) bzw. zwischen 19:00 und 24:00 Uhr (sonntags 8:00 - 24:00 Uhr) an den diensthabenden wissenschaftlichen Mitarbeiter (Diensthandy 0173 / 5161790). In dringenden Fällen versuchen wir jeden von uns angebotenen Parameter innerhalb der Öffnungszeiten sofort nach Eingang der Probe zu analysieren (bitte tel. Anmeldung). 5 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 3. Ansprechpartner für die virologische Beratung Über das Diagnostiksekretariat (478 - 85803) können Sie innerhalb der Dienstzeiten mit dem jeweils diensthabenden Wissenschaftlichen Mitarbeiter verbunden werden oder sich direkt an eine der unten genannten Personen wenden. Name Telefon 0221 / 478- E-mail Univ.-Prof. Dr. med. Florian Klein 85801 [email protected] Institutsdirektor 85800 (Sekretariat) 89693 Prof. Dr. med. Ulrike Wieland 85810 Leiterin des Nationalen Referenzzentrums für Papillomund Polyomaviren Oberärztin, Fachärztin für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepidemiologie Jun.-Prof. Dr. rer. nat. Baki Akgül [email protected] 85820 [email protected] 85823 [email protected] Dipl. Biologe Dr. med. Sabine Awerkiew Funk 2050 Fachärztin für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepidemiologie Dr. med. Veronica Di Cristanziano 85828 Fachärztin für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepidemiologie 6 [email protected] Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Name Telefon 0221-478- E-mail Dr. rer. nat. Rolf Kaiser 85808 [email protected] 0171-6953890 Ansprechpartner für HIV- und Hepatitis-Resistenztestung 85806 [email protected] Dipl. Biologe Bereichsleiter Molekularbiologie Dr. rer. nat. Elena Knops Ansprechpartnerin für HIV- und Hepatitis-Resistenztestung Dipl. Biologin Dr. rer. nat. Steffi Silling 85811 Koordinatorin des Nationalen Referenzzentrums für Papillom- und Polyomaviren Dipl. Biologin Linda Schroeder [email protected] 85827 [email protected] 85826 [email protected] Assistenzärztin Dr. rer. nat. Gertrud Steger Dipl. Biologin Bitte wenden Sie sich bei Fragen, Unklarheiten, Beschwerden oder Problemen sofort an uns. Reklamationen können Sie an jeden der o.g. Ansprechpartner richten. 7 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 4. Handbuch für die Primärprobenentnahme 4.1. Hinweise zu Probenentnahme und Transport Während der Abnahme von Patientenproben müssen Einmalhandschuhe getragen werden. Besteht die Möglichkeit der Aerosolbildung/des Verspritzens bei der Probenabnahme, zusätzlich zu den Einmalhandschuhen Mundschutz und Schutzbrille tragen. Patientenproben müssen mit sterilem Abnahmebesteck entnommen und in sterilen Transportgefäßen befördert werden. Blutentnahmen sollten mit sicherem Blutentnahmebesteck (Sicherheits-Blutentnahmekanülen mit integrierter KanülenSchutzhülse; Sicherheitsflügel-Kanülen) erfolgen. Kanülen/Nadeln ohne integrierte Schutzmechanismen nach Probenabnahme niemals in die Schutzhülle zurückstecken (Verletzungsgefahr!), sondern direkt in den Sammelbehälter entsorgen. Das Abnahmebesteck (z.B. Kanülen, Skalpelle) muss sofort nach Abnahme in geeigneten Sammelgefäßen (z.B. Sharpsafe™) entsorgt werden, so dass sichergestellt ist, dass andere Personen sich an dem Annahmebesteck nicht verletzten können. Die Sammelbehälter dürfen nicht überfüllt werden und dürfen nur geschlossen transportiert werden. Bitte bekleben Sie alle eingesandten Probengefäße (nicht die Hüllen oder Verpackungen) mit einem ProbenEtikett (siehe auch Leistungsanforderung) unseres Anforderungsformulars und beschriften Sie das Etikett (vor dem Abziehen vom Formular) mit dem Namen des Patienten. Ohne klinische Angaben ist eine sinnvolle Beurteilung der Testergebnisse oft nicht möglich. Bitte markieren Sie bei Z.n. aktueller Impfung, Nadelstichverletzungen, Immundefizienz, Bluttransfusion/ ImmunglobulinGabe, etc. die entsprechenden Felder auf unserem Anforderungsformular. Fordern Sie bei Notfalluntersuchungen (siehe Abschnitt 2) unbedingt einen Sondertransport per TAXI an (Tel. 5492), da uns die Probe sonst eventuell (insbes. bei Abnahme am Nachmittag) nicht mehr am Tag der Abnahme erreicht. Der normale Uniklinik-Probentransport fährt unser Institut dreimal pro Tag an (gegen 11, 14 und 16 Uhr; samstags nur einmal gegen 10 Uhr) und liefert dabei alle Proben an, die bis ca. 9:30/10:00 h, 13 h bzw. 15 h in der zentralen Probenannahme im Zentrallaboratorium (LFI-Gebäude) angelangt sind. Wir benötigen für die Virusdiagnostik folgende Materialien: (für weitere Angaben wie minimale Probenmenge siehe Kapitel "Leistungsspektrum") Serologische Untersuchungen 10 ml Blut ohne Zusatz in sterilem Röhrchen (braune Monovette). Neben Serum kann auch EDTA-Blut (rote Monovette) für serologische Untersuchungen eingesandt werden. Ggf. eine zweite Blutprobe im Abstand von 1 bis 2 Wochen einsenden (Feststellung von Titer-Bewegungen). HIV-Testungen dürfen nur mit Einverständnis des Patienten durchgeführt werden. PCR-Untersuchungen PCR-Untersuchungen sind aus zahlreichen Materialien möglich. Auf unserem Anforderungsformular (siehe unten) sind neben der Analyse die jeweils geeigneten Materialien in Klammern angegeben. Entsprechende Angaben finden Sie auch im Kapitel Leistungsspektrum bei den jeweiligen Erregern. HCV-RNA und HIV-1 RNA Bestimmungen Proben für den Nachweis von HCV-RNA, für die HCV-Typisierung (Serum oder EDTA-Blut) und für den quantitativen HIV-1 RNA Nachweis (EDTA-Blut; Heparinblut ist für PCR nicht geeignet!) müssen wegen der Instabilität der viralen RNA möglichst schnell nach Abnahme in unser Labor gelangen (Transportzeit max. 24 h). Bitte nehmen Sie bei gleichzeitiger Anforderung von HCV und HIV-1 RNA zwei separate Röhrchen ab. PCRs aus (Genital-)Abstrichen: Chlamydia trachomatis, HPV, HSV, VZV 8 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Chlamydia trachomatis, HPV-, HSV-, oder VZV-PCR-Untersuchungen können von Abstrichmaterialien nur durchgeführt werden, wenn diese in jeweils speziellen Abstrichröhrchen für Chlamydien- bzw. HPV-, HSV-, VZV-PCR abgenommen wurden. Das ‘Transportmedium für Chlamydia trachomatis PCR’ (M4RT Transport Medium) ist nur für Chlamydia trachomatis PCR geeignet. Das ‘Transportmedium für HPV-PCR’ ist auch für HSV- und VZV-PCR geeignet, jedoch nicht für Chlamydia trachomatis PCR (tel. Anforderung der Transportröhrchen unter 478-85803; Lagerung bei +2-8°C). Bei Abstrichen für die HPV-, HSV-, VZV oder Chlamydia trachomatis PCR muss der Tupfer nach der Probenabnahme unbedingt im Transportröhrchen verbleiben! Transportröhrchen, die keinen Tupfer enthalten, können nicht bearbeitet werden! Bitte nehmen Sie Abstriche für die Chlamydien-PCR mit den von uns versandten Tupfern mit Plastikstil ab (Swab Pack, Fa. Remel). Für Zervixabstriche benötigen Sie 2 Tupfer. Nur endozervikale Abstriche sind für die Chlamydien-PCR geeignet. Bei Männern bitte Urin einsenden (siehe unten). Abnahme von Zervixabstrichen für die Chlamydia trachomatis PCR: • Zervixschleim mit dem ersten Tupfer entfernen und verwerfen. • Den zweiten Tupfer in den endozervikalen Kanal einführen, bis die Tupferspitze nicht mehr sichtbar ist. • Tupfer 3-5 Sekunden drehen (für die Abnahme von Zellen). Beim Zurückziehen des Tupfers Kontakt mit der Vaginalschleimhaut vermeiden! • Tupfer in das Transportmedium (M4RT-Medium) geben und den Tupferstiel am Röhrchenrand abbrechen. Transportröhrchen fest verschließen und bei Raumtemperatur bzw. 15-30°C zum Labor transportieren lassen. Urin für die Chlamydia trachomatis PCR (Frauen und Männer) 2 Stunden vor Urinkollektion nicht urinieren und dann 10-50 ml zu Beginn der Miktion in einem sauberen Polypropylen-Gefäß ohne Konservierungsmittel auffangen. Sammelgefäße, die Konservierungsmittel enthalten, dürfen NICHT benutzt werden. Die Probe muss innerhalb von 24 h in das Labor gelangen (Transport bei Raumtemperatur bzw. 15-30°C). Biopsien für PCR-Untersuchungen Biopsien für PCR-Untersuchungen nativ (kein Einbett- oder Transportmedium) auf Trockeneis oder bei kurzem Transport auf Eis oder bei Raumtemperatur einsenden. Formalin-fixiertes paraffin-eingebettetes Gewebe ist ggf. auch geeignet. Urin, Liquor, Kammerwasser, BAL, Tracheal- oder Nasopharynxsekret, Rachen-/Nasenspülung, Sputum, Punktate, Fruchtwasser, Stuhl für PCR-Untersuchungen nativ in sterilen Einmalgefäßen/Röhrchen versenden. Knochenmark kann in EDTA-Röhrchen transportiert werden. Für Liquor-Untersuchungen (viraler DNA/RNA-Nachweis mittels PCRs bzw. Liquor/Serum-AntikörperIndizes) benötigen wir mindestens 750 ul, idealerweise 1 ml Liquor. Bei Kammerwasser benötigen wir mindestens 200 – 400 ul. Für Stuhl-Untersuchungen senden Sie bitte eine erbsen- bis bohnengroße Menge ein (1-2 ml). Bei den übrigen o.g. Materialien senden Sie bitte 1 bis 10 ml ein. Virusisolierung Die Virusisolierung ist nur in Spezialfällen nach telefonischer Rücksprache möglich und in der Regel nur in den ersten (3) Krankheitstagen erfolgsversprechend. Soweit verfügbar, sind PCR-Untersuchungen vorzuziehen. Virusanzucht ist prinzipiell möglich für Adenoviren (Stuhl, Abstrich, resp. Sekrete, BAL, Urin), CMV (Urin), Enteroviren (Stuhl, Abstrich, Punktat, BAL, Liquor), HSV (Abstrich, Urin), Influenzaviren (Abstrich, BAL, TS, resp. Sekrete), VZV (Abstrich) 9 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Materialien für die Virusisolierung müssen so schnell wie möglich und nach Möglichkeit gekühlt (auf Eis nicht einfrieren!) eingesandt werden. Proben möglichst frühzeitig abnehmen. Die Einsendung mehrerer aufeinanderfolgender Proben erhöht die Isolierungschance. • Stuhl, Urin, Liquor, BAL, Punktat, Rachen- oder Trachelsekret nativ (ohne Zusätze) in sterilem Röhrchen/Transportgefäß einsenden. • Für den Transport von Abstrichen (dürfen nicht austrocknen!) sind nur sterile Spezialröhrchen mit (rotem) ‘Transportmedium für die Virusisolierung’ geeignet, die telefonisch bei uns bestellt werden können (Tel. 478 85803) (Lagerung bei +4°C für 4 Wochen oder bei -20°C für 12 Monate, vor Gebrauch auftauen). Für die Abstrichabnahme muss ein steriler Tupfer benutzt werden. Sofort danach wird der Tupfer in das Transportmedium überführt und der Tupferstiel am Röhrchenrand abgebrochen. Das Transportröhrchen, das nun den Tupfer in Transportmedium enthält, fest verschließen und sofort, wenn möglich gekühlt, einsenden. • Für die Isolierung von Influenzaviren (Rachen- o. Nasenabstriche in den ersten drei Krankheitstagen) ist o.g. Transportmedium nicht geeignet. Ein ‘Spezialtransportmedium für Influenzaviren’ ist notwendig (tel. Bestellung 478 85803). Materialien für die Influenzavirus-Isolierung sollten unbedingt gekühlt eingesandt werden (auf Eis - nicht einfrieren!) • Bläscheninhalt kann mit einer Tuberkulinspritze, in die zuvor etwas physiologische Kochsalzlösung aufgezogen wurde, abgenommen werden und in der verschlossenen Spritze nach Abnahme der Kanüle eingesandt werden. 10 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 4.2. Leistungsanforderung Die Leistungsanforderung erfolgt durch unser maschinenlesbares Anforderungsformular (siehe Abbildung auf der übernächsten Seite). Die aktuelle Version unseres Anforderungsformulars ist in unserem Diagnostik-Sekretariat bestellbar (Kontaktdaten siehe Abschnitt 2). Falls Ihnen unser Anforderungsformular aktuell nicht vorliegt, können Sie in Ausnahmefällen eine Kopie von unserer Homepage herunterladen. Zur Markierung Ihrer Anforderungen auf unserem Formular kann ein Bleistift oder Kugelschreiber benutzt werden. Bitte waagrechte Striche, die das ganze Feld füllen anbringen (senkrechte Striche oder Kreuze werden von dem Belegleser u.U. nicht erkannt und die Parameter nicht bestimmt). Auf dem Formular bitte nicht radieren und das Formular nicht knicken! Einsender aus der Uniklinik Köln kleben bitte das Patienten-Etikett und das Stations-Etikett auf die entsprechenden Felder. Sollten bei Notfällen noch keine Patienten-Etiketten vorhanden sein, kann das entsprechende Feld auch handschriftlich ausgefüllt werden (unbedingt nötig: Name, Vorname, Geburtsdatum). Bitte keine beschädigten Etiketten benutzen. Externe Einsender füllen das PatientenEtikett-Feld handschriftlich aus oder kleben ihre eigenen Patientenetiketten auf und geben dort zusätzlich die Einsenderadresse an. Bitte markieren Sie das entsprechende Feld (im oberen Drittel der Karte rechts), wenn ein Notfall vorliegt. Ihr Auftrag kann von dem Belegleser an die Labor-EDV nur vollständig weitergegeben werden, wenn auf dem Formular Materialart(en) (im Feld Eingesandte Materialien) und die gewünschte(n) Analyse(n) markiert sind! Nur wenn Sie Abnahmetag und Abnahmezeit markieren, können Verzögerungen beim Probentransport, die Einfluss auf die Untersuchungsergebnisse haben, erkannt werden (z.B. können Abbau viraler RNA oder Degradierung behüllter Viren bei zu langem Probentransport zu falsch negativen PCR- oder Virusisolierungs-Resultaten führen). Angaben zur Diagnose oder Reiseanamnese bzw. das Markieren von klinischen Angaben wie ‘Nadelstichverletzung’, ‘Z.n. aktueller Impfung’, ‘Immundefizienz/-suppression’, ‘Dialyse’, ‘Gravidität’, etc. erleichtern uns die Beurteilung der Testergebnisse. Wenn Sie das Feld ‘Diagnostikprogramm’ markieren und eine Fragestellung angeben, erfolgt die Auswahl des Testprofils durch einen unserer Wissenschaftlichen Mitarbeiter entsprechend der Fragestellung (siehe auch: Tabellen zur organbezogenen klinischen Symptomatik bei Virusinfektionen). Probenetiketten Pro Formular können maximal drei bzw. vier Probenröhrchen eingesandt werden (4 Proben-BarcodeEtiketten sind unten auf dem Formular angebracht). Für Liquor benutzen Sie bitte das Etikett mit dem grauen Randstreifen (untere Etiketten-Reihe rechts). Die restlichen drei Etiketten (mit blauen Randstreifen) können für jedes Material (außer Liquor) benutzt werden. Beschriften Sie das Etikett vor dem Abziehen von dem Formular mit dem Patientennamen. Kleben Sie das Etikett längs auf das Probengefäß, so dass die Schmalseite des Etiketts parallel zum oberen Gefäßrand ist und die Auftragsnummer auf dem farbigen Etikettenrand lesbar ist. Die Barcodelinien müssen im rechten Winkel zur Röhrchen-Achse verlaufen (siehe Skizze unten links auf unserem Anforderungsformular). 11 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Version: 5.0 1 1 2 4 8 1 2 4 8 1 2 4 8 Institut für Virologie Name Vorname Geb.-Datum UNIKLINIK KÖLN PatientenEtikett Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren Direktor: Prof. Dr. Dr. h. c. H. Pfister · Fürst-Pückler-Str. 56 · 50935 Köln Tel. (0221) 478 - 85803 · Fax (0221) 478 -85804 Dienst-Handy: 0173-516 17 90 (bis 24 h) Internet: http://virologie.uk-koeln.de/ Geschlecht Anschrift 2 Kostenträger 3 4 Ext. Einsenderadresse 5 6 Bitte so markieren: Fax-Nr.: Folgeuntersuchung Diagnose: Therapiekontrolle 7 nicht so 10 Montag NSV Gestochene/r Reiseanamnese Bemerkungen: Dienstag 1 Knochenmark (Km) stationär ambulant Kasse privat Prä-Tx CMV-pp65 (He, Ed, EBV VCA IgM in separatem Röhrchen!) Nur bei NPC: EBV VCA IgA Schnellteste (Material siehe Rückseite) FSME IgM FSME IgG Hantaviren-Screening CMV-Quantiferon (He) Virusanzucht (Zellkultur) Nur in Sonderfällen nach telefonischer Rücksprache Notfall 20 30 40 50 14 15 Diagnostikprogramm entsprechend der Fragestellung (Auswahl des Profils / Stufendiagnostik durch den Laborarzt) 16 17 18 19 20 21 Untersuchungsblöcke a-HCV a-HCV IB HCV RNA quant. (Se, Ed) HCV Typisierung (Se, Ed) HCV Resistenz (Ed) HDV Gesamt-AK HDV RNA (Se, Ed) a-HEV-IgM a-HEV-IgG HEV RNA (St, Ed) Barcode-Etikett nur so auf die Monovetten kleben! Name Virologie (a-HBs-Titer, a-HCV, a-HIV) 24 25 26 Torch-Serologie 27 (Toxoplasmose IgM, Röteln IgM, CMV IgM, HSV IgM) 28 Prae-Tx-Programm 30 Zwei (2!) Serumröhrchen einsenden! (a-HBc, HBs-Ag, a-HCV, HCV-RNA, a-HIV, HSV/VZV/CMV IgM/G, EBV VCA IgM/G, EBNA1 IgG) 29 31 32 33 34 Post-Tx-Programm 35 1 Serum, 1 EDTA-Blut, 1 Urin ! (CMV IgM/G, CMV PCR [EDTA/Urin]) 36 Liquor-PCR für neurotrope Viren 37 38 39 (HSV, VZV, CMV, EBV, Entero) Liquor-PCR HSV + VZV Prä-Allo KMT 1 Serum, 1 EDTA-Blut (HBs-Ag, a-HBc, HBV-DNA, a-HCV, HCV-RNA, a-HIV, HIV1-RNA, CMV IgM/G, EBV VCA IgM/G, EBNA 1 IgG, HSV IgM/G, Toxopl. IgM/G, VZV IgM/G) Prä-Auto KMT 40 41 42 43 44 45 46 47 1 Serum, 1 EDTA-Blut (HBs-Ag, a-HBc, HBV-DNA, a-HCV, HCV-RNA, a-HIV, HIV1-RNA) Respirator. Erregernachweis PCR aus Ab, Ba, Np, Pu, Ra, Sp, Ts (Influenza A/B, Parainfluenza, RSV, hMPV, Adeno-, Boca-, Corona-, Rhino/Enteroviren) 48 49 50 51 Prä-OP Screening Kardiotrope Viren 52 (HBsAg, a-HBc, a-HCV, a-HIV) 53 (HAV+HEV IgM, HBs-Ag, a-HBc, a-HCV) (Serum: Adeno-DNA, EBV-VCA IgG/M, EBV-EBNA1 IgG, Entero-RNA, Influenza A/B IgA/G, Mumps IgM, Parvovirus B19 IgM/DNA, Röteln-IgM) Nadelstichverl. ohne HBV-Impf. Virale Durchfall-Erreger 54 (HBs-Ag, a-HBc, a-HCV, a-HIV) (Adeno-, Astro-, Noro-, Rotaviren aus Stuhl) Name Screening akute Hepatitis Liquor für Virologie 23 Nadelstichverletzung bei Z. n. HBV-Impfung Untersuchungsblöcke Virologie 00000001 Sonntag 10 Nur nach telefonischer Anmeldung (Tel. s. o.) Immer Taxitransport (Tel. 478-5492) HHV6 (Ed, Li) HHV8 (KSHV) (Bi, Ed, Pu) HIV 1 RNA quant. (Ed, Li) HIV Resistenz RT/Protease (Ed) HIV Resistenz Integrase (Ed) HIV-1 Tropismus (Ed) HPV genital (Ab, Bi) HPV Haut (Bi) (Diagn. angeben) HSV (Ab, Bi, Ed, Kw, Li, Se, Pu) Influenza A/B (Ab, Ba, Sp, Np) JCV (Li, Bi) Noroviren (St) MCPyV (Bi, Ab) Parechoviren (Ab, Ba, Ed, Li, Np, Se, Ts, St) Parvovirus B19 (Se, Fw, Bi, Km) Rötelnvirus (Se, Fw, Fe, Ur) VZV (Ab, Bi, Ed, Fw, Kw, Li, Se, Pu) Zikavirus (Ed, Se, Ur) Name Virologie 9 Wissensch. BKV (Ed, Ur) Chlamydia trach. (Ab, Ur) CMV aus EDTA-Blut (quant.) CMV aus Urin CMV (Ab, Ba, Bi, Km, Kw, Li, Ts) Dengueviren (Se, Li) EBV (Bi, Ed, Km, Li) Enteroviren (Ab, Bi, Li, Se, St, Pu) erfasste Typen s. Rückseite; Parechoviren s. unten a-HBs-Titer HBe-Ag a-HBe HBV DNA quant. (Se, Ed) HBV Resistenz/ Genotyp. (Ed) Für erregerspez. Liquor-/SerumAntikörper-Indizes Einsendeschein „Neurologische Labordiagnostik“ des Instituts für Klin. Chemie benutzen. Die Proben werden an uns weitergeleitet. Name Samstag 8 13 Separates Röhrchen ! a-HBc a-HBc-IgM HBs-Ag HBs-Ag quant. Zikavirus IgM Zikavirus IgG Name 20 Adenov. (Ab, Ba, Bi, Ed, Km, Li, Np, Pu, Ra, St, Ts, Ur) (HBs-Ag, a-HBc) (IgA + IgG) 00000001 00000001 Sonstiges 00000001 10 Nukleinsäure-Nachw. (PCR) (Material) HAV IgM HAV IgG HBV-Screening Toxoplasm. IgM Toxoplasm. IgG VZV IgM VZV IgG VZV-Reaktivierung Hantaviren IgM Hantaviren IgG HHV6-IgM a-HIV 1/2 a-HIV IB HSV IgM HSV IgG Sandfliegenfieber-Virus IgM Sandfliegenfieber-Virus IgG Influenza A IgA Influenza A IgG Influenza B IgA Influenza B IgG 7 22 (Therapiekontrolle) (Puumala IgM Schnelltest, Hantaviren (5 Serotypen) IgG/IgM) RSV Ag Hanta Puumala IgM (Se) Freitag 12 0 Punktat (Pu) Rachen/Nasenspül. (Ra) Trachealsekret (Ts) Hepatitis-Viren Masern IgM Masern IgG Mumps IgM Mumps IgG Parvov. B19 IgM Parvov. B19 IgG Röteln IgM Röteln IgG (a-EBV-VCA-IgG/M + a-EBNA1-IgG) 6 Sonstiges Serologische Nachweise (Se) CMV IgM CMV IgG Dengue IgM/G/NS1 EBV-Screening 5 Dialyse Fetalblut (Fe) Fruchtwasser (Fw) Kammerwasser (Kw) Sputum (Sp) 4 Min. Bluttransf./Immunglob. Abstrich (Ab) von: BAL (Ba) Biopsie (Bi) von: Liquor (Li) Urin (Ur) Stuhl (St) 3 Immundefizienz/-suppr. Gravidität Adenoviren (St) Astroviren (St) Rotavirus (St) 08.16 · ABD 1604339 Mediaform (040) 727 360-0 · 08.16 · ABD 1604339 · Art.Nr. 1018-00186 2 Z. n. aktueller Impf. Prä-OP Nasopharynxsekret (Np) 00000001 Mittwoch Donnerstag 11 0 Std. Eingesandte Materialien (zu Abnahme, Menge und Transport s. Rückseite) Unbedingt ankreuzen! Antigennachweise 9 NSV Indexpatient Arzt / Ärztin (Name) / Funk-Nr. / Unterschrift Serum (Se) EDTA-Blut (Ed) Heparin-Blut (He) 8 Externe Einsender, bitte Adresse angeben! Einsender-Etikett Erstuntersuchung Absender angeben! Tel.-Nr. f. Rückfragen: 55 56 38 37 36 35 34 33 32 31 30 29 28 27 26 25 24 23 22 21 20 19 18 17 16 15 14 13 12 11 10 9 8 7 6 5 4 3 2 1 Wenn Sie einen der Untersuchungsblöcke (vorletzte und letzte Spalte) markieren, werden alle bei dem Untersuchungsblock aufgeführten Analysen durchgeführt: 12 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Untersuchungsblock Analysen Prä-OP Screening Hbs-Antigen, a-HBc, a-HCV, a-HIV Screening akute Hepatitis HAV-IgM, HEV-IgM, Hbs-Antigen, a-HBc, a-HCV Nadelstichverletzung ohne HBVImpfung HBs-Antigen, a-HBc, a-HCV, a-HIV Nadelstichverletzung bei Z.n. HBVImpfung a-HBs-Titer, a-HCV, a-HIV TORCH-Serologie Toxoplasmose-, Röteln-, CMV-, HSV-IgM Prä-Tx-Programm Bitte unbedingt zwei (2 !) SerumRöhrchen einsenden! a-HBc, HBs-Antigen, a-HCV, HCV-RNA (PCR), a-HIV, HSV/VZV/CMV-IgM u. –IgG, EBV-VCA-IgM u. -IgG, EBV-EBNA1-IgG Post-Tx-Programm Bitte 1 Serum-, 1 EDTA-Blut, und 1 Urin-Röhrchen einsenden! CMV-IgM + IgG, CMV-DNA (PCR) aus EDTA-Blut u. Urin Liquor-PCR für neurotrope Viren HSV-, VZV-, CMV-, EBV-DNA, Enteroviren-RNA (PCR) Liquor-PCR HSV + VZV HSV- u. VZV-DNA (PCR) Prä-Allo KMT Bitte 1 Serum- und 1 EDTA-Blut, Röhrchen einsenden! HBs-Antigen, a-HBc, HBV-DNA (PCR), a-HCV, HCV-RNA (PCR), a-HIV1/2, HIV1-RNA (PCR), HSV/VZV/CMV/Toxoplasma-IgM/IgG, EBV-VCA-IgM u. -IgG, EBV-EBNA1-IgG Prä-Auto KMT Bitte 1 Serum- und 1 EDTA-Blut, Röhrchen einsenden! HBs-Antigen, a-HBc, HBV-DNA (PCR), a-HCV, HCV-RNA (PCR), a-HIV1/2, HIV1-RNA (PCR) Respiratorischer Erregernachweis aus Multiplex-PCR zum Nachweis folgender Viren: Influenza A/B, Parainfluenza, RSV, humanes Metapneumo-, Adeno-, Boca-, Corona-, Rhino-/Enteroviren Abstrich, BAL, Nasopharynxsekret, Punktat, Rachen-/Nasen-Spülung, Sputum, Trachealsekret (Abstrich in 1 ml Transportmedium für die Virusisolierung oder in 1 ml steriler Kochsalzlösung) Kardiotrope Viren Bitte 2 Serumröhrchen einsenden! Adenoviren-DNA (PCR), EBV-VCA IgG/IgM, EBV-EBNA1IgG, Enteroviren-RNA (PCR), Influenza A/B-IgA/IgG, Mumps-IgM, Parvovirus B19 IgM u. DNA (PCR), Rötelnvirus-IgM Virale Durchfall-Erreger Adeno-, Astro-, Noro-, Rotaviren im Stuhl 13 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Liquor/Serum IgG-Quotienten (Antikörper-Indizes) Wir bieten die Bestimmung von Liquor/Serum IgG-Quotienten für Masernvirus, Rötelnvirus, Varizella-ZosterVirus, Mumpsvirus, Cytomegalie-Virus und Herpes simplex Virus an. Der Test dient dem Nachweis einer intrathekalen Antikörper-Synthese gegen die jeweiligen Viren. Diese ist frühestens 10 Tage nach Infektion nachweisbar, und somit nicht zur Akutdiagnostik geeignet. Für den Test wird ein am gleichen Tag entnommenes Probenpaar aus Serum und Liquor benötigt. Für die Anforderung von Antikörper-Indizes aus Liquor und Serum (relativer Liquor/Serum IgG-Quotienten) benutzen Sie bitte NICHT unser übliches Anforderungsformular, sondern das unten (siehe nächste Seite) gezeigte Anforderungsformular Neurologische Labordiagnostik des Instituts für Klinischen Chemie (Zentrallabor, Tel. 478 5290). Liquor und Serum werden vom Institut für Klinische Chemie nach Ermittlung von Gesamt-IgG-/ und Albuminwerten an uns weitergeleitet. Wissenschaftliche Studien Vor Anforderung von virologischen Untersuchungen im Rahmen wissenschaftlicher Studien ist eine Rücksprache mit dem Institutsdirektor erforderlich (Tel. 478 85800). Nachforderung von Untersuchungen Sofern genug Material eingesandt wurde, lagern wir nach der Durchführung der angeforderten Teste verbleibendes Probenmaterial für circa 1 Jahr bei –20°C (serologische Untersuchungen) oder –80°C (Nukleinsäurenachweise). In diesem Zeitraum können ggf. zusätzliche Untersuchungen nachgefordert werden (Tel. 478 85803) Wiederholungsuntersuchungen aufgrund analytischer Fehler werden kostenlos für die Einsender durchgeführt. 14 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Anforderungsformular Neurologische Labordiagnostik des Instituts für Klinische Chemie (siehe Abschnitt Liquor/Serum IgG-Quotienten): 15 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 4.3. Vorgehen bei V.a. Vogelgrippe (Aviäre Influenza, z.B. Influenza A H5N1) Der Verdacht auf Vogelgrippe beim Menschen besteht bei direktem Kontakt mit erkrankten/verstorbenen Tieren oder mit einem bestätigten menschlichen Erkrankungsfall oder mit einem menschlichen Verdachtsfall und akutem Krankheitsbeginn innerhalb von 7 Tagen nach dem Kontakt mit Fieber >38°C und Husten oder Dyspnoe. Bei Vorliegen eines Verdachtsfalls sollte umgehend ein labordiagnostischer Erregernachweis (PCR) angestrebt werden. Differentialdiagnostisch sollte immer eine Untersuchung auf aviäre und humane Influenzaviren erfolgen. Bei Nachweis von hochpathogenen aviären Influenzaviren wird empfohlen, den Patienten mit Neuraminidasehemmern zu behandeln. Personen, mit denen der Patient Kontakt hatte, sollen prophylaktisch mit Oseltamivir behandelt werden (75mg/d bis 5d nach Ende der letzten Exposition). Es muss eine Meldung an das zuständige Gesundheitsamt und eine Übermittlung an das Robert Koch-Institut erfolgen. Untersucht werden können Nasopharynxabstriche, Trachealsekret, und Bronchiallavage (BAL). Rachenabstriche, Nasopharynxsekret und Sputum sind weniger gut geeignet. Gelabstriche können NICHT untersucht werden. Die Probengewinnung sollte von geschultem Personal unter strikter Einhaltung der zu beachtenden hygienischen Aspekte (Atemschutzmaske, Schutzkittel, Einmalhandschuhe) erfolgen. Bei Probenentnahme mit möglicher Aerosolbildung (Trachealsekret, BAL) müssen eine eng anliegende FFP3Atemschutzmaske und eine Schutzbrille getragen werden. Abstriche sollten idealer weise in speziellen Transportröhrchen für die Virusisolierung (rote Flüssigkeit) transportiert werden, die bei uns erhältlich sind (Tel. 85803). Falls diese Röhrchen nicht vorliegen, ist der Transport in physiologischer Kochsalzlösung (> 0,5 ml < 1 ml) möglich. Die PCR-Analyse nimmt etwa 4 Stunden in Anspruch. Wir bieten diesen Test während der normalen Dienstzeiten an. Um eine zügige Bearbeitung zu garantieren, bitten wir um telefonische Benachrichtigung und um Markierung der Einsendung als „Notfall“. Wir untersuchen nur Material von Menschen. Einsender von Untersuchungsmaterial von Tieren können sich an das Chemische und Veterinäruntersuchungsamt Rhein-Ruhr-Wupper (CVUA-RRW) wenden (Alte Gladbacher Str. 2-4, 47805 Krefeld, Tel. 02151 849-0). Für aktuelle Informationen zu Influenzaviren siehe: http://www.rki.de/ und dort unter Infektionsschutz > RKIRatgeber für Ärzte > Influenza. 16 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 4.4. Vorgehen bei V.a. eine Infektion mit hochinfektiösen Erregern (Klasse IV-Erreger) Proben mit V.a. Klasse IV-Erreger werden an unserem Institut nicht untersucht und können nicht angenommen werden, da Klasse IV Erreger (Erreger von viralem hämorrhagischem Fieber, s.u.) nur in Instituten mit S4-Laboratorien untersucht werden dürfen. Bei entsprechendem klinischem Verdacht bitten wir unsere Einsender, direkt Kontakt mit u.g. S4-Einrichtungen aufzunehmen, die Probe anzukündigen und die Modalitäten des Transports zu besprechen. Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin Bernhard-Nocht-Str. 74, 20359 Hamburg Tel. 040- 42 81 80 (24 h täglich bei Verdacht auf virales hämorrhagisches Fieber) http://www.bnitm.de Institut für Virologie, Philipps-Universität Marburg Prof. Dr. S. Becker Hans-Meerwein-Str. 2, 35043 Marburg Tel.: 0177 - 310 81 96 (24 h), 06421-28 6253/ 54/ 63 (Sekretariate), 06421-28 64 315, 0160 - 904 905 99 (Dr. Markus Eickmann, Leitung BSL-4 Labor) http://www.uni-marburg.de/fb20/virologie Der Probentransport wird vom Institut für Virologie der Universität Marburg organisiert. Liste der humanpathogenen viralen Klasse IV Erreger gemäß GenTR/BioMedR/ TRBA 462 • • • • • • • • • • • • • Ebolavirus (hämorrhagisches Fieber) Guanaritovirus (Venezuelanisches hämorrhagisches Fieber) Hendravirus (Zoonose, Fledermäuse, Pferd; Resp.Trakt, Meningitis/Enzephalitis) Juninvirus (Argentinisches hämorrhagisches Fieber) Krim-Kongo-Fieber Virus (hämorrhagisches Fieber) Lassavirus (hämorrhagisches Fieber) Lujovirus (hämorrhagisches Fieber) Machupovirus (Bolivianisches hämorrhagisches Fieber) Marburgvirus (hämorrhagisches Fieber) Morbillivirus des Pferdes (Paramyxo-ähnliche Pferdeviren) Nipahvirus (Zoonose, Fledermäuse, Schweine; Resp. Trakt, Enzephalitis) Pockenviren (Variola-Major- und Variola-Minor-Virus) Sabiavirus (Brasilianisches hämorrhagisches Fieber) 17 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 5. Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren Leitung Prof. Dr. med. Ulrike Wieland 0221 478 85810 Labor & Koordination Dr. rer. nat. Steffi Silling 0221 478 85811 Ansprechpartner für HPVZellkulturmodelle Jun.-Prof. Dr. rer. nat. Baki Akgül 0221 478 85820 E-Mail: [email protected] Leistungsangebot des NRZ: • Beratung von Fachpersonal zu Fragen der Diagnostik, der Prophylaxe und der Therapie von Humanen Papillomvirus (HPV)- und Polyomavirus (HPyV)-assoziierten Erkrankungen • Beratung von Laboratorien bei der Diagnostik von Papillom- und Polyomavirus-Infektionen • Typisierungen von HPV in diagnostischen Sonderfällen nach vorheriger Absprache • Isolierung und Sequenzierung neuer HPV-Typen sowie Abgabe der Plasmide auf Anfrage • Nachweis von BKPyV, JCPyV, MCPyV und weiterer humaner Polyomaviren in diagnostischen Sonderfällen nach vorheriger Absprache • Führen einer Sammlung diagnostischer Referenzmaterialien für HPV und HPyV sowie Abgabe auf Anfrage • Durchführung von Fortbildungsveranstaltungen für Ärzte und Ärztinnen sowie Mitarbeiter/innen des öffentlichen Gesundheitsdienstes • Evaluation von kommerziellen, diagnostischen Testsystemen für HPV und HPyV • Unterstützung von nationalen und internationalen Ringversuchen zu HPV und HPyV • Durchführung von epidemiologischen Studien, z.B. zur Aufklärung des Zusammenhangs von Erregernachweis und Erkrankung oder im Rahmen von Vakzinierungsstrategien Hinweise zum Materialversand an das NRZ: Geeignete Materialien für die HPV- und HPyV-DNA-Diagnostik sind Abstriche und Biopsien, für BKPyV Urin- und EDTA-Blut, und für JCPyV Liquor und EDTA-Blut. Auch aus Paraffineingebettetem Gewebe kann virale DNA extrahiert werden. Abstriche für den DNA-Nachweis werden idealerweise in Transportmedium für die Zytologie (z.B. PreservCyt) versandt werden. Der Transport von Abstrichen und nativen Biopsien kann – sofern nur DNA nachgewiesen werden soll - bei Raumtemperatur. Biopsien können auch gekühlt (+4°C) oder eingefroren (Trockeneis) versendet werden. Für weitere Details zu geeigneten Materialien und Transport siehe Abschnitt 6 bei den einzelnen Erregern. Informationen zu Analen Dysplasien und Analkarzinom bei HIVInfizierten finden Sie hier: www.awmf.org/uploads/tx_szleitlinien/055007l_S1k_Anale_Dysplasien_Analkarzinom_HIV_infizierten_092013__01.pdf Informationen zur HPV Impfung, herausgegeben von dem HPV Management Forum, finden Sie unter folgendem Link: www.hpv-impfleitlinie.de Das NRZ für Papillom- und Polyomaviren ist Mitglied im Netzwerk für sexuell oder durch Blut übertragene Infektionen: www.sbtd.net 18 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 6. Leistungsspektrum Adenoviren (AV) ....................................................................................... 20 Astroviren ................................................................................................. 20 BK-Virus (BKV) ........................................................................................ 20 Bocavirus ................................................................................................. 20 Chlamydia trachomatis .............................................................................. 21 Cytomegalievirus (CMV) .......................................................................... 21 Coronaviren .............................................................................................. 22 Dengue-Viren ........................................................................................... 23 Epstein-Barr-Virus (EBV) ......................................................................... 23 Enteroviren ............................................................................................... 23 Frühsommer-Meningoencephalitis (FSME)–Virus ................................... 24 Hantaviren ................................................................................................ 24 Hepatitis-A-Virus (HAV) ........................................................................... 24 Hepatitis-B-Virus (HBV) ........................................................................... 25 Hepatitis-C-Virus (HCV) ........................................................................... 25 Hepatitis-D-Virus (HDV) ........................................................................... 26 Hepatitis-E-Virus (HEV) ........................................................................... 26 Herpes-simplex-Viren (HSV) .................................................................... 26 Humanes Herpesvirus 6 (HHV-6) ............................................................ 27 Humanes Herpesvirus 8 (HHV-8) ............................................................ 27 Humanes Immundefizienz-Virus (HIV) ..................................................... 27 Humane Papillomviren (HPV) .................................................................. 28 Influenza-A-Viren ..................................................................................... 29 Influenza-B-Viren ..................................................................................... 29 Influenza A/B-Viren .................................................................................. 29 JC Virus (JCV) ......................................................................................... 29 Masernvirus .............................................................................................. 29 Merkelzell-Polyomavirus (MCPyV) ........................................................... 30 Metapneumovirus (hMPV) ....................................................................... 30 Mumpsvirus .............................................................................................. 30 Noroviren .................................................................................................. 31 Parainfluenzaviren ................................................................................... 31 Parechoviren ............................................................................................ 31 Parvovirus B19 ......................................................................................... 32 Rhinoviren ................................................................................................ 32 Rötelnvirus ............................................................................................... 32 Rotaviren .................................................................................................. 33 Respiratory-Syncytial-Virus (RSV) ........................................................... 33 Sandfliegen-Fieber-Virus (SFV) ............................................................... 33 Toxoplasma gondii ................................................................................... 33 Varizella-Zoster-Virus (VZV) .................................................................... 34 Zikavirus ..................................................................................................... 35 Verschiedene Viren (Virusanzucht) ........................................................... 35 19 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Einzeluntersuchungen – alphabetisch nach Erregernamen mit Angaben zu Testmethode, Untersuchungsmaterial, Probenmenge, Abnahme/Transport, Untersuchungsdauer, Indikation, Interpretation Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ Anmerkungen minimale Untersuchungsdauer pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 0,5 h täglich Mo-Sa/ 4h Adenoviren (AV) AG IC DNA PCR DNA Stuhl Stuhl, Liquor, TS, BAL, Urin, Abstrich Nasen-/Rachensekret EDTA-Blut, Knochenmark Multiplex Abstrich, -PCR BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ NasenSpülung, Punktat, Sputum, 0,1 g erbsengr. pos/ neg Serum/ EDTA-Blut: Kopien/ml bei V.a. virale GE V.a. Adenovirusinfektion (AV); virale Konjunktivitis, RT-Infekt., hämorrhag. Zystitis; Bei Immunsuppr. system. Infektionen möglich; Bei V.a. AV bei KM-TPL auch PCR aus EDTA-Blut: Intermediäres bzw. hohes Morbiditäts-Risiko ab 1000 bzw.10.000 Kopien/ml. erbsengr. 2–5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml) Abstrich in 1-2 ml TM für die Virusisolierung Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. 1–2 ml (1 ml) Probe sollte 24 h pos./ neg. nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in TM für die Virus-isolierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) täglich Mo-Sa/ 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock „Respirator. Erregernachweis“ enthalten; auch als Einzeltest (siehe oben) anforderbar. pos./ neg. täglich Mo-Fr/ 4h bei V.a. virale GE; 2.-häufigste Erreger der viralen infantilen GE pos./ neg. Serum/EDT A-Blut: Kopien/ml täglich Mo-Sa/ 4h Bei V.a. hämorrhag. Zystitis (KMTPL, Leukämie), Ureterstenose (Kinder); Post-TPL-Nephropathie, selten Pneumonie, Meningoenzephalitits; asympt. Ausscheid7 ung im Urin bei NTPL häufig; >10 Kopien/ml im Urin sind mit BKVNephropathie nach TPL bzw mit 4 hämorrhag. Zystitis assoziiert. >10 Kopien/ml im EDTA-Blut (persistierend > 3 w) erhärten den V.a Post-TPL-Nephropathie (histologische Diagnosesicherung durch Nierenbiopsie). täglich Mo-Sa/ 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock „Respirator. Erregernachweis“ enthalten. Astroviren AG EIA Stuhl 0,1 g erbsengr BK-Virus (BKV) DNA PCR Urin EDTA 2–5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. 1–2 ml (1 ml) Probe sollte 24 h pos./ neg. nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in TM für die Virus-isolierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) Bocavirus DNA Multiplex Abstrich, -PCR BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ NasenSpülung, Punktat, Sputum 20 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ Anmerkungen minimale Untersuchungsdauer Chlamydien-TM! TM ohne Tupfer kann nicht bearbeitet werden! Urin: 2 h vor Kollektion nicht urinieren. pos./ neg. 2 x pro w/ 6h Schleim in zervikalen Proben kann die PCR beeinträchtigen und zu falsch-negativen Ergebnissen führen. Schleimfreie Proben empfohlen: einen (zu verwerfenden) Tupfer verwenden, um Zervixsekrete zu entfernen; Proben mit einem Blutanteil von mehr als 7% (v/v) können zu falsch-positiven Ergebnissen führen. Mutationen in den hochgradig konservierten Regionen der kryptischen PlasmidDNA oder der Chromosomen-DNA von C. trachomatis, die durch die Primer bzw. Sonden des Tests abgedeckt sind, treten zwar selten auf, können jedoch zur Nichterkennung der Erreger führen. Nicht als Therapiemarker geeignet, da die nachgewiesene C. trachomatis Plasmid-DNA nach erfolgreicher Therapie noch vorliegen kann. CMV-IgG positiv ab 6 U/ml (erfolgte CMV-Infektion); bei 6 - 15 U/ml empfiehlt der Testhersteller die Testung einer 2. Serumprobe zur Bestätigung des IgG Status; obere Nachweisgrenze: > 250 U/ml. Bei Serokonversion im Rahmen der Primärinfektion kann IgG zeitgleich mit IgM oder 1-2 (-3) w nach IgM nachweisbar sein. Bei positivem CMV-IgG u. V.a. Primärinfektion (IgM positiv) kann mittels CMV-IgG Aviditätstest zwischen einer kürzlich erworbenen Primärinfektion (niedrige Avidität) und einer NichtPrimärinfektion (hohe Avidität) unterschieden werden. bei Primärinfekt. (ab 1 w nach Symptombeginn) 2 m bis ≥ 1 a nachweisbar (bei Immunsuppr. > 2 a); ein neg. Resultat schließt aktive Infektion/ Reaktiv. nicht sicher aus. TORCH: neg. IgM schließt konnatale Infekt. nicht sicher aus (bei bis zu 80% der kongenital Infizierten ist IgM nicht nachweisbar; CMV-PCR aus Urin o. Speichel empfohlen!). u.a. Monitoring nach TPL. CMVDNA im Plasma korreliert mit erhöhtem Risiko einer systemischen CMV-Erkrankung (>1000 Kopien/ ml). Im Urin asymptomat. CMV-Ausscheidung möglich. Nachweis von CMV-DNA in Liquor, BAL etc. spricht für aktive CMVInfektion. Chlamydia trachomatis DNA PCR ZervixAbstrich, Urin 1–5 ml (1 ml) Trans- port max. 24 h Cytomegalievirus (CMV) CMIA Serum 5 ml (500 ul) U/ml täglich Mo-Sa/ 1h IgM CMIA Serum 5 ml (500 ul) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 1h DNA PCR EDTA, Urin Liquor Kammerwasser BAL, TS Abstrich Biopsie Knochenm. 2–5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml; Biopsie: ≥ 2 3 mm ) Kopien/ml (Plasma, Serum) bzw. pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h IgG IgG Aviditätstest Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. 21 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) 10 ml (5 ml) pp65 Antigen* IFT EDTA-, HeparinBlut QuantiferonTest* ELISA HeparinVollblut 3 x 1 ml AntikörperIndex (AI) EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme Serum 2 ml (120 ul) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Probe muss spätestens 24 h nach Abnahme im Labor sein. Bitte separates Röhrchen abnehmen (d.h. für PCR + pp65 zwei Röhrchen!) Nur die 3 testspezifischen Röhrchen (Fa. Qia-gen) mit CMVAntigen (blau), Mitogen (lila) und ohne Antigen (grau) sind geeignet! Röhrchen müssen bei Abnahme 1725°C haben. Röhrchen nach Befüllen 10x sanft schütteln. Die Probe muss sofort nach Abnahme bei RT in unser Labor transportiert werden oder vor Ort 16-24h bei 37°C stehend inkubiert werden (Röhrchen als „inkubiert“ kennzei chnen). Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor semiquantitativ: pos. Zellen pro 200.000 Zellen Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer täglich Mo-Fr/ 5h Anmerkungen u. a. Monitoring bei TPL; Bei KMTPL ungeeignet; Bei pos. Befund disseminierte Infektion, die asymptomatisch bleiben o. symptomatisch werden kann; bei ≥ 50 pos. Zellen/ 200.000 Zellen sympto-mat. Infektion/ Reaktivierung sehr wahrscheinlich. Kann bis zu 1 w vor Symptombeginn pos. sein. Der Test misst die zelluläre Immunität gegen CMV. Vollblut wird mit CMV-Antigenen und Kontrollantigenen stimuliert und die Interferon-gamma Sekretion im Plasma gemessen. Fehlende Stimulierbarkeit (Testresultat nichtreaktiv) ist wegen fehlender zellvermittelter Anti-CMV-Immunität mit einem erhöhten Risiko für eine CMV-Reaktivierung verbunden. reaktiv/ nichtreaktiv/ nicht ermittelbar täglich Mo-Fr/ 28 h relativer Liquor/ Serum IgGQuotient 3 x pro w/ 1d < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen CMV). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen CMV möglich, sofern die Blut-LiquorSchranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthese gegen CMV liegt vor, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.B. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). täglich Mo-Sa/ 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock „Respirator. Erregernachweis“ enthalten. Umfasst die Coronaviren 229E, OC43 und NL63 Liquor 0,75 ml (120 ul) Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein „Neurologische Labordiagnostik“ (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. 1–2 ml (1 ml) pos./ neg. Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in TM für die Virus-isolierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) Coronaviren RNA Multiplex Abstrich, -PCR BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ NasenSpülung, Punktat, Sputum 22 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ Anmerkungen minimale Untersuchungsdauer Dengue-Viren IgM+IgG EIA Serum 2–5 ml (100 ul) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h NS1-AG IC Serum 2–5 ml (150 ul) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 1h RNA PCR Serum, Liquor 2–5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h 5 ml (100 ul) 5 ml (10 ul) Titer bis > 1: 512 RE/ml 3x pro w/ 4h täglich Mo-Sa/ 4h täglich Mo-Sa/ 4h Bei Fieber nach Tropenaufenthalt. IgM bei Primärinfektion frühestens 3-5 (-8) d nach Fieberbeginn für 3060 d (-8 m), bei Sekundärinfektion meist (aber nicht immer) ab d 20 positiv. IgG bei Primärinfektion meist ab d 14, bei Sekundärinfektion Titeranstieg ab d 1-2 nach Fieberbeginn. Bei neg. Test u. klinischem Verdacht: NS1-Antigen (s.u.) oder Kontrolleinsendung in 3-4 d oder PCR (Virämie 3—7 d). Kreuzreaktionen mit anderen Flaviviren sind möglich (Gelbfieber-, West Nil-, Japan. Enzephalitis-, FSME-Virus). Bei primärem oder sekundärem Dengue-Fieber von d1-d9 nach Fieberbeginn nachweisbar (TestSpezifität 98,4%, Sensitivität 92,8%) Bei unklaren serologischen DengueVirus Befunden. Kurze Virämie (ca. 3-7 d). Epstein-Barr-Virus (EBV) VCA-IgA IFT Serum VCA-IgG EIA Serum VCA-IgM EIA Serum 5 ml (10 ul) pos./ neg. EBNA1IgG EIA Serum 5 ml (10 ul) RE/ml täglich Mo-Sa/ 4h DNA PCR EDTA-Blut, Liquor, Biopsie, Knochenmark 2–5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Kopien/ml (EDTA-Blut) bzw. pos./neg. täglich Mo-Sa/ 4h Liquor, Pu nktat, Serum, Stuhl, Abstrich, Biopsie 2–5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in TM für die Virusisolierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in TM für die Virusisolierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h Titer erhöht (≥ 1:160) bei Nasopharynx-Karzinom ab 22 RE/ml positiv; bei akuter Infektion pos., danach lebenslang akute EBV-Infektion o. Reaktivierung, nach Primärinfekt. 810 w nachweisbar (event. länger); bei Primärinfektion in 10% kein IgM (VCA-IgG pos., EBNA-IgG neg.) ab 22 RE/ml positiv; frühestens 4 w nach Primärinfektion nachweisbar, d.h. EBNA-1 IgG schließt Primärinfektion aus; bei Immunsuppr. oft Verlust von EBNA-1 IgG; 5% der Infizierten bilden nie EBNA-1 IgG. Bei V.a. EBV-Reaktivierung; bei Immunsuppression o. EBVassoziiertem Lymphom; bei V.a. Primärinfektion (EDTA-Blut) und unklarer EBV-Serologie Enteroviren RNA PCR RNA Multiplex Abstrich, -PCR BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ NasenSpülung, Punktat, Sputum 1–2 ml (1 ml) 23 V.a. Meningitis/Enzephalitis, Neugeborenen-Infekt.; Hand-FussMundkrankheit, erfasst Coxsackie A5, A7, A9, A10, A14, A16, B1-B6, Echovirus 4, 7, 9, 11, 13, 14, 20, 21, 24, 25, 30, Polio-Virus 1-3, Enterovirus 71 akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten; auch als Einzeltest (siehe oben) anforderbar. Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ Anmerkungen minimale Untersuchungsdauer Frühsommer-Meningoencephalitis (FSME)–Virus IgG EIA Serum 5 ml (20 ul) U/ml täglich Mo-Fr/ 4h IgM EIA Serum 5 ml (20 ul) pos./ neg. täglich Mo-Fr/ 4h ab 165 Vienna-Units /ml positiv. Durchgemachte Infektion o. Z.n. Impfung; meist wie IgM bereits bei Krankheitsbeginn nachweisbar; AK gegen anderen Flaviviren (Dengue-, Gelbfieber-, West-Nil-Virus, JapanEnzephalitis-V., HCV, u.a.) können kreuzreagieren. Diagnosesichernd ist ein Titeranstieg in einer 2. Serumprobe (Abstand 2-4 w). bei Krankheitsbeginn fast immer pos.; nach FSME-Impfung event. für einige w (schwach) positiv; Kreuzreaktivität siehe FSME-IgG Hantaviren Puumala IgM IC Schnelltest Serum 2–5 ml (10 ul) pos/neg. täglich Mo-Sa/ 1h IgG Immuno- Serum blot 5 ml (50 ul) pos./ neg. täglich Mo-Fr / 5h IgM Immuno- Serum blot 5 ml (50 ul) pos./ neg. täglich Mo-Fr / 5h täglich Mo-Sa/ 1,5 h täglich Mo-Sa/ 1h Bei negativem Test u. klinischem V.a. Hanta-(Puumala-) Infektion Kontrolleinsendung in 3-7 d; Bei pos. Test sind Kreuzreaktionen zw. den versch. Hantavirus Serotypen möglich; IgM können einige Monate nach Infektion schwach positiv nachweisbar sein. akute o. durchgemachte Infektion. Der Test erfasst die 5 Hantavirus Serotypen Puumala (Europa), Dobrava (Europa), Hantaan (Asien), Seoul (Asien), Sin Nombre (Amerika); IgG sind kurz nach den IgM AK (s.u.) nachweisbar und bleiben wahrscheinlich lebenslang erhalten; Kreuzreaktionen zwischen den o.g. Serotypen sind möglich. frische Infektion; ab oder wenige d nach Krankheitsbeginn für 3-6 m positiv, in Einzelfällen 1-3 a nachweisbar; in Einzelfällen nur IgG nachweisbar; der Test erfasst die 5 Hantavirus Serotypen Puumala, Dobrava, Hantaan, Seoul, Sin Nombre; Kreuzreaktionen zwischen den o.g. Serotypen sind möglich. Bei negativem Test u. klinischem V.a. Hantavirus-Infektion bitte Kontrolleinsendung in 3-14 d; Bei pos. IgM und neg. IgG-Resultat sollte eine weitere Testung nach 1 w erfolgen. Hepatitis-A-Virus (HAV) IgG CMIA Serum 5 ml (500 ul) pos. / neg. IgM CMIA Serum 5 ml (500 ul) pos./ neg. 24 IgG nach durchgemachter Infektion oder Impfung (Immunität). Bei Krankheitsbeginn fast immer positiv und für ca. 12 w (- 6m) nachweisbar, falsch positive Reaktionen sind (selten) möglich; ein positives Resultat sollte deshalb durch eine HAV-IgG-Bestimmung ergänzt werden. Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ Anmerkungen minimale Untersuchungsdauer Hepatitis-B-Virus (HBV) a-HBc CMIA Serum 5 ml (500 ul) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 1h a-HBcIgM CMIA Serum 5 ml (500 ul) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 1h HBs-AG CMIA Serum 5 ml pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 1h HBs-AG quantitativ CMIA Serum 5 ml (500 ul) IU/ml täglich Mo-Sa/ 1h a-HBs CMIA Serum 5 ml (500 ul) mIU/ml täglich Mo-Sa/ 1,5 h HBe-AG CMIA Serum 5 ml (500 ul) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 1h a-HBe CMIA Serum 5 ml (500 ul) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 1h HBV-DNA quant. Viruslast PCR Serum EDTA 5 ml (1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. 2 x pro w/ 6h 5 ml (2 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein IU/ml Nachweisgrenze = 10 IU/ml (1 IU =3,41 Kopien) Genotypisierung, Resistenzbestimmung 1 x pro w/ >= 1 w Resistenzbestimmung bei V.a. Nukleos(t)idanaloga-Resistenz; Genotypisierung: prognostischer Marker für Erfolg einer InterferonTherapie (A u. B günstiger als C u. D) 5 ml pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 1h 5 ml (20 ul) pos./ neg. täglich Mo-Fr/ 6h HCV-Suchtest; in der Regel 7-8 w (Spannweite 2-26 w) nach Infektion positiv. Bei Immundefizienz/ suppression, Hämodialyse oder V.a. frische Infektion ist ein HCV-RNANachweis vorzuziehen! Bestätigungstest bei erstmalig positivem Suchtest und fehlendem HCV-RNA Nachweis HBVGenotypisierung/ Resistenz PCR u. EDTA-Blut Sequenz (Serum) -analyse (300 µl bzw. 150 µl zerntrifugiert es Serum) Das Serum sollte vor einer Heparintherapie entnommen werden, Durchseuchungsmarker; Positiv nach HBV-Kontakt (akute, chron., abgelaufene Hepatitis B). Isoliert pos. a-HBc u.a. bei post-akuter HBV Infektion, HBV-Trägerstatus ohne nachweisbares HBsAG (Escape Mutanten, Immunkomplexe, sehr niedr. HBsAG Titer), passiver AKTransfer, Anti-HBs-Verlust bei lange zurückliegender Primärinfektion, oder bei unspezifischer Reaktion akute HBV-Infektion, event. auch bei chron. Infekt. mit erhöhter Virusaktivität nachweisbar. Gelegentlich jahrelang und sogar länger als a-HBs nachweisbar. akute o. chronischr Infektion; frühester serolog. Marker (ca. 6 – 8 w p.i.); Infektiosität! Bei sog. Low Level Carriern (okkulte HBV-Infektion) nicht nachweisbar (PCR+, <200 IU/ml) Therapieüberwachung bei chronischer Hepatitis B; Biomarker für die Prognose und das Ansprechen auf die Therapie. Die Nachweisgrenze liegt bei 0,05 IU/ml. Dynamischer Bereich des Tests bis 250 bzw. (nach Verdünnung) 5000 IU/ml. Abgelaufene Infektion (bei pos. a-HBc) o. Z.n. Impfung (nur antiHBs+); Immunität ab 10 mIU/ml, lang anhaltende Immunität ab 100 mIU/ml akute o. chronische Infektion; hohe Infektiosität Bei Präcore/ Core Mutanten trotz hoher Infektiosität nicht nachweisbar (HBV-DNA > 2000 IU/ml, hoch-virämisch) Abschätzung des HepatitisAktivitätsgrads; Positivität schließt eine Lebererkrankung nicht aus, inbes. bei HBV-DNA-Last > 2000 IU/ml ab 4 Wochen p.i. nachweisbar; > 2000 IU/ml spricht für starke Infektiosität; Therapiemonitoring; prognost. Marker; Dynamischer 9 Bereich des Tests bis 10 IU/ml Hepatitis-C-Virus (HCV) IgG CMIA Serum IgG IB Serum (300 µl bzw. 150 µl zerntrifugiert es Serum) 25 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material HCVRNA PCR HCV Genotypisierung PCR/ Sequenzierung HCV Resistenzbestimmung Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Serum EDTA-Blut Probenmenge optimal (minimal) 5 ml (1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein IU/ml Quantifizier ungsgrenzen: 15 bis 100 MIO IU/ml EDTA-Blut (Serum) 2–5 ml (2 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Genotypen 1a-b,2a-b, 3,4,5,6 PCR u. EDTA-Blut Sequenz -analyse 2–5 ml (2 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Resistenzbestimmung Testfreq./ Anmerkungen minimale Untersuchungsdauer 3 x pro w/ Infektiosität, V.a. frische Infektion 6h (AK noch neg.), ab 1.-3 w p.i. nachweisbar; HCV-Ausschluss bei Immundefizienz, Dialyse (s.o.), Therapiekontrolle, prognostischer Marker vor Therapie-beginn, Risikoabschätzung bei vertikaler Transmission. Der Test erfasst die HCV-Genotypen 1 – 6. 1(-2) x pro Bei interferon-freien TherapieRegimen mit directly acting antivirals w/ 4h hat Genotyp (GT) 1 und (Sequenz- insbesondere GT 1b die höchsten analyse 3- Heilungsraten. GT3 ist am 4 d) schwierigsten zu behandeln. 1 x pro w/ Bei V.a. Resistenz z.B. gegen HCV>= 2 w Protease (NS3/4A) -Inhibitoren. Hepatitis-D-Virus (HDV) – Delta-Virus GesamtAK (IgG +IgM) EIA Serum 5 ml (100 ul) pos./ neg. 2 x pro w/ 4h RNA PCR* Serum, EDTA-Blut 2–5 ml (2 ml) pos./ neg. täglich Mo-Fr/ 4h Nur bei Pat. mit bzw. Risiko für HBV sinnvoll. HDV ist ein defektes Virus, das als Hüllprotein HBsAg benötigt. Ko- o. Super-Infektion mit/bei HBVInfektion möglich. Nur bei Patienten mit HBV-Infektion sinnvoll (siehe oben). Hepatitis-E-Virus (HEV) IgM Immuno blot Serum 5 ml (200 ul) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h IgG Immuno blot Serum 5 ml (200 ul) pos./ neg. RNA* PCR Stuhl, EDTA-Blut erbsengr. 2–5 ml (1 ml) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h täglich Mo-Sa/ 4h Akute Hepatitis nach Tropenaufenthalt; in Industrienationen relativ selten (rohes Schweinefleisch). IgM bei >= 90% 1-4 w nach Symptombeginn positiv (für ca. 3 m, in Einzelfällen länger) Positive Resultate sollten mittels PCR bestätigt werden. Eine akute EBV-Infektion kann zu falsch positiven Resultaten führen. Bei V.a. akute Hepatitis E und neg. IgM, zeitnah PCR aus Stuhl und serologische Kontrolle in 1-2 w. Bei Immunsupprimierten direkt PCR Bei akuter Hepatitis E kurz nach IgG positiv; nach durchgemachter Infektion (lebens)lang nachweisbar; HEV-RNA ist im Plasma 1-2 (-4) w, hauptsächlich vor Symptombeginn, und im Stuhl ab/kurz vor Symptombeginn für 3 - 4 (-8) w nachweisbar; bei chronischer HEVInfektion (Immunsupprimierte) wurde HEV-RNA auch im Liquor nachgewiesen. Herpes-simplex-Viren (HSV) IgG EIA Serum 5 ml (20 ul) RE/ml täglich Mo-Sa/ 4h durchgemachte Infektion ab 22 RE/ml IgM EIA Serum 5 ml (20 ul) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h Positiv bei Primärinfektion u. eventuell bei ausgedehnten Rezidiven. Bei Rezidiven oft negativ. 26 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) 2–5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml; Biopsien: 3 2 mm ) DNA PCR AntikörperIndex (AI) EIA Liquor Kammerwasser Abstrich Biopsie BAL, (Serum, EDTA-Blut) Serum + Serum + Liquor, 2 ml zeitgleiche (120 ul) Entnahme Liquor 0,75 ml (120 ul) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer täglich Mo-Sa/ 4h Anmerkungen Abstrich: TM wie für HPV-PCR oder TM für die Virusisolierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) pos./ neg. Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor relativer Liquor/ Serum IgGQuotient 3 x pro w/ 1d < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen HSV). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen HSV möglich, sofern die Blut-LiquorSchranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthese gegen HSV liegt vor, sofern die BlutLiquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.B. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). bei V.a. auf Exanthema subitum (3Tage-Fieber), mononukleose-ähnl. Bild bei Immunsuppr., sehr selten Enzephalitis, Hepatitis Bei Primärinfektion (asymptomatisch o. Fieber, Exanthema subitum, erfolgt in den ersten Lebensjahren) oder Reaktivierung positiv. HHV6Reaktivierungen verlaufen i.d.R. asymptomatisch, bei Immunsupprimierten sind Organmanifestationen beschrieben (z.B. Enzephalitiden bei KM-TPL). Ca. 1% der Menschen trägt vererbte chromosomal integrierte HHV6DNA. Dies führt ebenfalls zu positiven Testresultaten. Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein „Neurologische Labordiagnostik“ (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. Bei V.a. HSV-Enzephalitis, V.a. Herpes genitalis, insbes. bei Schwangeren, Immunsuppress., V.a. konnatale HSV-Infektion, V.a. mukokutane/orale HSVInfektion (insbes. bei Immunsupprimierten) Humanes Herpesvirus 6 (HHV-6) IgM IFT Serum 5 ml (20 ul) pos./ neg. 3 x pro w/ 4h DNA PCR EDTA-Blut Liquor 5 ml (750 ul) pos./ neg täglich Mo-Fr/ 4h Humanes Herpesvirus 8 (HHV-8) – Kaposi-Sarkom-assoziiertes Herpesvirus (KSHV) DNA PCR Biopsie EDTA kl. Stanze 3 (2 mm ) 2–5 ml (1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 8h HHV8-DNA ist in fast 100% aller Kaposi-Sarkom Biopsien nachweisbar. Eine negative PCR aus Biopsiematerial schließt ein KS nahezu sicher aus. 50% aller Patienten mit positiver PCR im EDTA-Blut (PBL) entwickeln bei vorhandener Immunsuppression ohne antiretrovirale Therapie in den nächsten 3 Jahren ein KS. pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 1h HIV-Suchtest; Bei V.a. auf kürzl. Exposition Kontrolle in 2-4 w oder HIV-PCR. Bei Kindern HIV+ Mütter können maternale AK bis zum 21. m nachweisbar sein. Humanes Immundefizienz-Virus (HIV) HIV1/2 IgG + HIV p24Antigen CMIA Serum 5 ml (300 µl bzw. 150 µl zerntrifugiert es Serum) 27 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material HIV1 oder IB HIV2 IgG Serum HIV-1 RNA Viruslast PCR EDTA-Blut Liquor HIV-1 PCR u. EDTA-Blut Sequenz Liquor -analyse Resistenzbestimmung HIV-1 Tropismus PCR u. EDTA-Blut Sequenz -analyse Probenmenge optimal (minimal) 5 ml (20 ul) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport 5 ml (1 ml) Liquor: 650 ul bei weniger Material erhöht sich die Nachweisgrenze 5 ml (2 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Kopien/ml Quantifizier ungsgrenzen: 20 – 10.000.000 Kopien/ml Probe sollte 12 h (24 h) nach Abnahme im Labor sein. Nachweis resistenzassoziierter Mutationen, 5 ml (2 ml) Ergebnis/ Dimension pos./ neg./ unbestimmt (nicht eindeutig) Probe sollte 12 h (- Tropismus 24 h) nach (X4/R5) Abnahme im Labor sein. Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer täglich Mo-Fr/ 4h Anmerkungen Anwendungsgebiete: 1. Bei Zervixabstrichen ist die HPVPCR zur Krebsvorsorge ergänzend zur PAP-Zytologie bei Frauen ab 30 a sinnvoll. Durch Kombination beider Methoden werden fast 100% zervikaler (Prä)kanzerosen erkannt. 2. Entscheidungshilfe (Triage) bei fragl. zytologischen Befunden 3. Kontrolluntersuchen (mit Zytologie/Histologie) nach Therapie von CIN2/3 o. Karzinom 4. Erkennung von Adenokarzinomen der Zervix (oft HPV18, zytologisch oft nicht erkannt) Mit der PCR sind über 40 anogenitale HPV-Typen nachweisbar. Persistierende Infektion mit HR-HPV können zu präkanzerösen Läsionen u. Anogenitalkrebs führen. HPV6/11: oft Condylomata acuminata (Genitalwarzen). Bestätigungstest bei positivem Suchtest. Ein positives Resultat muss mit einer zweiten Serumprobe bestätigt werden. Differenzierung zw. HIV1 u. HIV2. 3-5x pro w/ Therapiekontrolle 6h Infektionsmarker bei V.a. Primärinfektion (ab 10 d –2 w p.i. nachweisbar) oder vertikale Infektion; HIV-1 RNA Nachweis aus Liquor. Der Test erfasst die HIV-1 Gruppen M, O und N. HIV-2 wird nicht erfasst. mehrmals bei V.a. Therapie-Resistenz pro w/ gegenüber NRTIs, NNRTIs, PIs, FIs, 2w EIs, INIs oder V.a. Infektion mit primär resistentem HIV-1 (siehe auch 6.: Befund der HIVResistenztestung). Die Generierung der Sequenzdaten erfolgt in Fremdvergabe im Institut für Immunologie und Genetik, Kaiserslautern, die Auswertung und Interpretation der Sequenzdaten erfolgt in unserem Institut. mehrmals Vor Therapie mit CCR5-Coreceptorpro w/ Antagonisten (siehe auch 6.: Befund 2w der HIV-Resistenztestung) Humane Papillomviren (HPV) High-risk PCR HPV DNA genital Screening HPV DNA genital Typisierung PCR u. Hybridisierung mit typspezifischen Sonden Abstrich Tupfer in mindestens 1 ml ThinPrep PreservCyt TM; falls TM nicht verfügbar: trockener Tupfer In PreservCyt gelagerte Abstriche sind bis zu 6 Monate stabil. Lagerung und Transport bei 2° bis 30°C möglich. HPV16 HPV18/45 Restliche HR-HPVs täglich, 2h Abstrich Biopsie 1 Tupfer in TM Abstrich: ideales TM für die HPVPCR: ThinPrep PresevCyt (bei und anforderbar), falls nicht verfügbar phoshat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) oder NaCl 0,9% (2 - 3 ml) High bzw. Low risk HPV: pos./neg. 2 x pro w/ 3d Biopsie: nativ ≥ 2 3 mm Paraffineingebettetes Gewebe: 5-10 Schnitte á 5-10 µm Biopsie HPV DNA PCR kutan (versch. gruppenspezif. PCRs*) Biopsie: nativ ≥ 2 3 mm Paraffineingebettetes Gewebe: 5-10 Schnitte á 5-10 µm TM ohne Tupfer kann nicht bearbeitet werden! Biopsie nativ auf Eis o. Trocken-eis versenden 28 Die HPVTypisierung umfasst: High Risk: HPV16,18, 26,31,33,35 ,39,45,51, 52,53,56,58 ,59,66,68, 73,82 Low Risk: HPV6,11, 42,43,44 pos./ neg. Für Sonderanforderungen oder Studien bitte telefonische Rücksprache. 1-2 x pro w/ 1d HPV-Typisierung mittels Sequenzanalyse* möglich. Betaund Gamma-HPV kommen auch auf gesunder Haut vor! Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ Anmerkungen minimale Untersuchungsdauer Influenza-A-Viren IgA IFT Serum 5 ml (10 ul) Titer 3 x pro w, 4h IgG IFT Serum 5 ml (10 ul) Titer 3 x pro w, 4h Akute/kürzliche Infektion o. Z.n. Impfung bei IgA ≥ 150 u./o. IgG ≥ 2500. IgA ist nicht bei jeder akuten Infektion nachweisbar. Kreuzreaktionen zw. Influenza A u. B mögl. siehe IgA Influenza-B-Viren IgA IFT Serum 5 ml (10 ul) Titer 3 x pro w, 4h IgG IFT Serum 5 ml (10 ul) Titer 3 x pro w, 4h Akute/kürzliche Infektion o. Z.n. Impfung bei IgA ≥ 150 u./o. IgG ≥ 5000. IgA ist nicht bei jeder akuten Infektion nachweisbar. Kreuzreaktionen s.o. siehe IgA Influenza A/B-Viren RNA RNA 2–5 ml (750 ul) Transport so pos./neg. schnell wie möglich. Abstrich in TM für die Virusisolierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) täglich Mo-Sa/ 4h Der Test erfasst Influenza A (incl. neue H1N1) u. Influenza B Viren. 1–2 ml (1 ml) Probe sollte 24 h pos./ neg. nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in TM für die Virusiso-lierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) täglich Mo-Sa/ 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten; auch als Einzeltest (siehe oben) anforderbar. Liquor Biopsie Serum, EDTA-Blut 2–5 ml (750 ul) 3 ≥ 2 mm Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h ein negatives Resultat schließt eine PML nicht sicher aus (Liquor-PCR ist nur in 50-60% der Fälle positiv); bei V.a. auf PML kann auch die PCR aus Serum/EDTA-Blut sinnvoll sein (bei ca. 50% positiv). ab 275 IE/l durchgemachte Maserninfekt. o. Z.n. Impfung. Bei trotz Impfung Erkrankten ist ein Anstieg um den Faktor 3 beweisend. Frische Infektion; IgM kann bei Exanthembeginn noch fehlen (Kontrolle einige d später); Nach Impfung event. positiv; Bei Immunsuppression event. nicht nachweisbar. Bei SSPE ist Masernvirus IgM oft im Liquor nachweisbar. PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ NasenSpülung, Sputum Multiplex Abstrich, -PCR BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ NasenSpülung, Sputum JC Virus (JCV) DNA PCR Masernvirus IgG EIA Serum 5 ml (20 ul) IE/l täglich Mo-Fr/ 4h IgM EIA Serum (Liquor) 5 ml (20 ul) pos./ neg. täglich Mo-Fr/ 4h 29 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material AntikörperIndex (AI) EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme Probenmenge optimal (minimal) Serum 2 ml (120 ul) Liquor 0,75 ml (120 ul) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor relativer Liquor/ Serum IgGQuotient Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein „Neurologische Labordiagnostik“ (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. Testfreq./ Anmerkungen minimale Untersuchungsdauer 3 x pro w/ < 1,5, normal (keine intrathekale 1d IgG-Synthese gegen Masernvirus). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen Masernvirus möglich, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se gegen Masernvirus liegt vor, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (s. Befunde Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Bei SSPE ist der Masernvirus AI stark erhöht. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.B. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). Merkelzell-Polyomavirus (MCPyV) DNA PCR Abstrich Biopsie 1 Tupfer in TM; Biopsie 3 ≥ 2 mm Abstrich: TM für die HPV-PCR oder phoshat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) oder alkoholbasierte Transportmedien für die Zytologie (z.B. PreservCyt) oder NaCl 0,9% (2 - 3 ml) TM ohne Tupfer kann nicht bearbeitet werden! pos/neg oder MCPyVDNAKopien pro BetaglobinGen-Kopie 2 -3 x pro w, 1 d; MCPyV ist mit MerkelzellKarzinomen der Haut assoziiert, kommt aber auch regelmäßig auf der Haut und Schleimhaut gesunder Personen vor. In Merkelzell-Karzinomen ist die MCPyV-DNA meist in das menschliche Genom integriert. täglich Mo-Sa/ 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten. Umfasst hMPV-A und hMPV-B. täglich Mo-Fr/ 4h ab 22 RE/ml durchgemachte Mumpsinfekt. o. Z.n. Impfung; Bei trotz Impfung Erkrankten ist ein Anstieg um den Faktor 3 beweisend. Kreuzreaktion mit Parainfluenza möglich Biopsie: nativ oder Paraffineingebettetes Gewebe (5-10 Schnitte a 5-10 um) humanes Metapneumovirus (hMPV) RNA Multiplex Abstrich, -PCR BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ NasenSpülung, Punktat, Sputum 1–2 ml (1 ml) pos./ neg. Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in TM für die Virus-isolierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) Mumpsvirus IgG EIA Serum 5 ml (20 ul) RE/ml 30 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material IgM EIA Serum AntikörperIndex (AI) EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme Probenmenge optimal (minimal) 5 ml (20 ul) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Serum 2 ml (120 ul) Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Liquor 0,75 ml (120 ul) Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein „Neurologische Labordiagnostik“ (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. erbsengr. Stuhlmenge Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Ergebnis/ Dimension pos./ neg. Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer täglich Mo-Fr/ 4h Anmerkungen Akute Mumps-Infektion; IgM kann bei Krankheitsbeginn noch fehlen (Kontrolle 2-4 d später); bei 50% > 5 m nachweisbar. EBV- o. Parvovirus B19 Infektionen können aufgrund polyklonaler BZellstimmulierung zu falsch reaktiven Mumps-IgM Resultaten führen. Bei Mumps-Erkrankung trotz Impfung ist IgM häufig nicht nachweisbar (dann PCR* aus Urin, Rachenabstrich o. Oral Fluid oder IgG-Titerastieg nach 10 bis 14 d). * für die PCR leiten wir die Probe(n) an das NRZ für Mumps weiter. < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen Mumpsvirus). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen Mumpsvirus möglich, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se gegen Mumpsvirus liegt vor, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (s. Befunde Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.B. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). relativer Liquor/ Serum IgGQuotient 3 x pro w/ 1d pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h Bei V.a. virale Gastroenteritis; Erkrankte können nach Abklingen der Symptome für mehrere d – w Viren im Stuhl ausscheiden 1–2 ml (1 ml) pos./ neg. Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in TM für die Virus-isolierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) täglich Mo-Sa/ 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten; bei Ausbrüchen auch als Einzeltest (nach tel. Rücksprache!) anforderbar. Umfasst Parainfluenzaviren 1, 2, und 3. 2–5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml); erbsengr. Stuhlmenge Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. täglich Mo-Sa/ 4h V.a. akute Parechovirusinfektion. Parechoviren können bei Neugeborenen und Säuglingen sepis-ähnliche Erkrankungen, Meningitis, Enzephalitis und Hepatitis verursachen. Jenseits des Säuglingsalters können sie asymptomatisch oder als (meist milde) respiratorische und/oder gastrointestinale Infekte (Gastroenteritis, Diarrhoe) verlaufen. Noroviren RNA PCR Stuhl Parainfluenzaviren RNA Multiplex Abstrich, -PCR BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ NasenSpülung, Punktat, Sputum Parechoviren RNA PCR* Abstrich, BAL, Serum, EDTA-Blut, Liquor, TS, Nasopharynxsekret, Stuhl 31 pos./ neg. Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ Anmerkungen minimale Untersuchungsdauer täglich Mo-Sa/ 4h täglich Mo-Sa/ 4h Parvovirus B19 IgG EIA Serum 5 ml (10 ul) IE/ml IgM EIA Serum NS-Blut 5 ml (10 ul) pos./ neg. DNA PCR Serum, EDTA-Blut, Fruchtw. Biopsie NS-Blut Punktat, Knochenm. 2–5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml; Biopsie: ≥ 2 3 mm ) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. 1–2 ml (1 ml) pos./ neg. Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in TM für die Virus-isolierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) pos./ neg. bzw. Serum/ EDTA-Blut: Kopien/ml täglich Mo-Sa/ 4h ab 5,5 IE/ml positiv; durchgemachte Infektion o. passive Antikörpergabe frische Ringelröteln (Erythema infectiosum); IgM kann trotz akuter Infektion nicht o. nur kurz nachweisbar sein! Neg. IgM schließt Infektion nicht sicher aus (PCR!). ANA o. EBV-IgM-pos. Proben können zu falsch pos. Resultaten führen. PCR bereits in IKZ vor Exanthem pos.; Bei V.a. fetale Infektion, aplast. Krise bei hämolytischer Anämie, chronischer Infektion bei Immunsuppression, Arthritis Rhinoviren RNA Multiplex Abstrich, -PCR BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ NasenSpülung, Punktat, Sputum täglich Mo-Sa/ 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten. täglich Mo-Sa/ 1h täglich Mo-Sa/ 1h durchgemacht Infektion o. Z.n. Impfung; Immunität ab 10 IU/ml Rötelnvirus IgG CMIA Serum 5 ml (500 ul) IU/ml IgM CMIA Serum 5 ml (500 ul) pos./ neg. AntikörperIndex (AI) EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme Serum 2 ml (120 ul) Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Liquor 0,75 ml (120 ul) Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein „Neurologische Labordiagnostik“ (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. 32 relativer Liquor/ Serum IgGQuotient 3 x pro w/ 1d V.a. akute Infektion; IgM bei Symptombeginn event. noch neg.; 4-8 w, gelegentlich > 1 Jahr nachweisbar; bei Reinfektion eventuell pos. Bei V.a. konnatale Röteln PCR aus Urin u. Serum empfohlen! < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen Rötelnvirus). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen Rötelnvirus möglich, sofern die BlutLiquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se gegen Rötelnvirus liegt vor, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (s. Befunde Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.B. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material RNA PCR Serum Fruchtw. Fetalblut Urin, NS-Blut Probenmenge optimal (minimal) 2–5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension pos./ neg. Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer 1 d nach Probeneingang/ 1d Anmerkungen bei V.a. fetale Röteln-Infektion (PCR aus Choriozotten 0-20 d, Fruchtw. 20-40 d, NS-Blut 40-60 d nach Exanthem) Bei V.a. konnatale Röteln PCR aus Urin u. Serum! Rotaviren AG IC Stuhl erbsengr. Menge pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 0,5 h bei V.a. virale GE; häufigste Erreger der viralen infantilen GE Probe sollte 12-24 pos./ neg. h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in TM für die Virus-isolierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) täglich Mo-Sa/ 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten; bei Ausbrüchen auch als Einzeltest (nach tel. Rücksprache!) anforderbar. Umfasst RSV-A und RSV-B. V.a. akute o. durchgemachte SFV Infektion. Der Test erfasst die SFV Serotypen Toskana und Sizilien. IgG sind kurz nach/mit den IgM AK (s.u.) nachweisbar und bleiben wahrscheinlich lebenslang erhalten. Kreuzreaktionen mit Rheumafaktoren und anderen SFVSerotypen möglich. Akute SFV Infektion. Der Test erfasst die SFV Serotypen Toskana und Sizilien. IgM ab 5.-8. Krankheitstag pos. In der Frühphase der Infektion können IgM noch negativ sein (erneute Testung in 1-3 w). Kreuzreaktionen mit Hantavirusund Malaria-Antikörpern und anderen SFV-Serotypen möglich. Eine EBV-Infektion kann zu falschpositiven Ergebnissen führen. Bei pos. IgM und neg. IgG weitere Testung nach 1 w. Respiratory-Syncytial-Virus (RSV) RNA Multiplex Abstrich, -PCR BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ NasenSpülung, Punktat, Sputum 1–2 ml (1 ml) Sandfliegen-Fieber-Virus (SFV) IgG Immuno- Serum blot 5 ml (50 ul) pos./ neg. täglich Mo-Fr/ 5h IgM Immuno- Serum blot 5 ml (50 ul) pos./ neg. täglich Mo-Fr/ 5h Toxoplasma gondii IgG CMIA Serum 5 ml (500 ul) IU/ml täglich Mo-Sa/ 1h IgM CMIA Serum 5 ml (150 ul) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 1h 33 ab 3 IU/ml durchgemachte (o. akute) Infektion. Kann in der Frühphase der Infektion negativ sein. In der Anfangsphase der Primärinfektion kann IgM noch neg. sein; kann danach über 1 a persistieren. Bei positivesm Ergebnis, muss, insbesondere bei Schwangerschaft oder klinischer Symptomatik, durch weitere Abklärungsverfahren (Avidität von IgG, IgA-AK, IB, PCR) eine aktive von einer inaktiven oder abklingenden Infektion mit persistierenden IgM-Antikörpern differenziert werden (Konsiliarlabor für Toxoplasma Universitätsmedizin Göttingen). Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material IgM ELFA Serum Probenmenge optimal (minimal) 1–2 ml (100 ul) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension pos./ neg. Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer täglich Mo-Sa/ 1h Anmerkungen durchgemachte (o. akute) Infektion o. Z.n. Impfung ab 110 IE/l; bei Primärinfektion gel. vor IgM nachweisbar; bei Folgeuntersuchungen weisen Änderungen > Faktor 3 auf Rezidive/ Reaktivierung hin. Kreuzreaktion mit HSV möglich. Bei Windpocken ab 4. Krankheits tag für 6-12 w pos; bei Rezidiven oft negativ; bei ausgedehnten Rezidiven event. pos. Bei V.a. Zoster/VZV-Reaktivierung; kann auch bei Primärinfektion (bzw. Impfung) positiv sein. Bei V.a. VZV-Enzephalitis, Pneumonie, konnatale Infektion, Augen-Infektionen, DD Zoster/HSV insbes. bei Immunsuppression bei TORCH (geringe Serummenge). IgM kann trotz konnataler Infektion in ersten Lebenswochen neg. sein. Bei V.a. konnatale Infektion auch IgA-AK, IB und PCR aus Kammerw., Liquor o. EDTA-Blut (Konsiliarlabor für Toxoplasma Universitätsmedizin Göttingen oder Parasitologie Uniklinik Bonn) Varizella-Zoster-Virus (VZV) IgG EIA Serum 5 ml (20 ul) (Schnelltest: 100 ul) IE/l täglich Mo-Sa/ 4h IgM EIA Serum 5 ml (20 ul) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h IgA EIA Serum 5 ml (20 ul) pos./ neg. DNA PCR 2–5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml; Biopsie: ≥ 2 3 mm ) Abstrich: TM wie für HPV-PCR oder TM für die Virusisolierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) pos./ neg. AntikörperIndex (AI) EIA Liquor Kammerwasser Fruchtw. Biopsie Abstrich BAL Punktat Serum, EDTA-Blut Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme täglich Mo-Sa/ 4h täglich Mo-Sa/ 4h Serum 2 ml (120 ul) Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor relativer Liquor/ Serum IgGQuotient Liquor 0,75 ml (120 ul) Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein „Neurologische Labordiagnostik“ (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. 34 3 x pro w/ 1d < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen VZV). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen VZV möglich, sofern die Blut-LiquorSchranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se gegen VZV liegt vor, sofern die BlutLiquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.B. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ Anmerkungen minimale Untersuchungsdauer Zikavirus IgG EIA Serum 5 ml (20 ul) RE/l täglich Mo-Sa/ 4h IgM EIA Serum 5 ml (20 ul) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h RNA PCR Urin Serum EDTAPlasma 2 - 5 ml (1 ml) pos./ neg. täglich Mo-Sa/ 4h Durchgemachte Infektion ab 22 RE/ml. IgG Antikörper gegen Zikavirus sind bei Primärinfektion zeitgleich oder 2-3 Tage nach IgM Antikörper (s.u.) nachweisbar. Bei vorausgegangener oder akuter Infektion oder Impfung mit anderen Flaviviren (z.B. Dengue, Gelbfieber, FSME, West-Nil-Virus) muss mit Kreuzreaktionen gerechnet werden! Ab dem 5.- 8. Tag nach Primärinfektion positiv. Kreuzreaktionen mit anderen Flaviviren sind möglich (siehe oben)! Falsch positive Resultate können bei Patienten mit mit akuten Plasmodien-Infektionen (Malaria) auftreten. Bei akuter Zikavirus-Infektion ist Zikavirus-RNA 3 bis 7 (-13) Tage nach Symptombeginn im Serum/Plasma und im Urin bis 2 - 3 Wochen nach Symptombeginn nachweisbar. Ab dem 8. Tag nach Symptombeginn ist eine serologische Testung (IgM/IgGNachweis) empfohlen. Verschiedene Viren (Virusanzucht) Virusanzucht* * Zellkultur Abstrich 1 Tupfer in TM; TM für Virusisolierung bzw. Spezial-TM für Influenzaviren Stuhl erbsengr. Stuhlmenge schneller Transport (< 12h) auf Eis Nasen-/ Rachensekret BAL, Urin, Liquor, Punktat 1–2 ml (0,2 ml) pos./ neg Nur nach Rücksprache/ 2-14 d Nur in Sonderfällen nach telefonischer Rücksprache; i.d.R. nur in den ersten 3 Krankheitstagen erfolgreich; Virusanzucht ist z.B. möglich für Adenoviren (Stuhl, Abstr., resp. Sekrete, BAL, Urin), CMV (Urin), Enteroviren (Stuhl, Abstr., Punktat, BAL, Liquor), HSV (Abstr., Urin), Influenzaviren (Abstr., BAL, TS, resp. Sekrete) VZV (Abstr,). Soweit verfügbar, sind PCRUntersuchungen vorzuziehen (höhere Sensitivität, kürzere Testdauer). accredendum (Durchführung in einem akkreditierten Labor außerhalb des akkreditierten Verfahrens) Anmerkungen: Messunsicherheit bei quantitativen Testen: Wie bei allen Messungen können bei quantitativen Testen Messunsicherheiten auftreten. Die Messunsicherheit für die einzelnen quantitativen Teste (Variationskoeffizient der Positivkontrollen) ist auf Anfrage erhältlich. 35 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 7. Genotypisierung und Resistenztestung Alle Systeme werden kontinuierlich weiterentwickelt. Kommentare sind stets willkommen und bei Fragen stehen wir Ihnen gerne zur Verfügung: [email protected] (0221 - 478-85808) 7.1 HBV – Hepatitis-B-Virus Diese Untersuchung ermöglicht die Bestimmung des Hepatitis-B-Virus-Genotyps, den Nachweis von Resistenzen gegenüber antiHBV-Medikamenten, sowie von Immun- und Detektions-Escape-Varianten. Die Hepatitis-B-Sequenzanalyse nach PCR umfasst das HBV-Surface und das HBVPolymerasegen. Dies ermöglicht den gleichzeitigen Nachweis eventuell vorliegender Resistenzen gegenüber antiviralen Medikamenten wie Lamivudin (3TC), Adefovir (ADF), Entecavir (ETV), Telbivudin (LdT) und Tenofovir (TDF), und die Bestimmung des HBV-Genotyps (Typen A-H). Die Sequenzanalyse gibt außerdem Aufschluss über das Vorhandensein sogenannter Detektions-Escape-Varianten deren Erkennung in manchen Analysesystemen beeinträchtigt sein kann, sowie von Immun-Escape-Mutanten, die resistent gegenüber der passiven und aktiven Immunisierung sind. Die Durchführung des Tests ist jedoch nur dann möglich, wenn der Patient zur Zeit der Blutentnahme auch HBV-DNA-positiv ist. Gegebenenfalls sollte vor der Resistenztestung auch eine Bestimmung der HBV-Viruslast durchgeführt werden. Eine HBV-Resistenztestung ist sinnvoll bei einem sogenannten virologischen Versagen gegenüber antiviralen Medikamenten, sowie bei Verdacht auf eine Übertragung eines resistenten Hepatitis-B-Virus. 7.2 HCV – Hepatitis-C-Virus Das Untersuchungsspektrum umfasst neben der Bestimmung des HCV-(Sub-)Genotyps, die Resistenzanalyse gegenüber den neuen Medikamenten, den sogenannten direkt agierenden Agenzien (DAAs) in den unterschiedlichen Zielregionen des Virus. Damit ist nicht nur die Bestimmung des Genotyps und Subgenotyps möglich, sondern auch die Bestimmung des Clades (z.B. HCV 1a clade I). 36 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Die hohe Variabilität von HCV und die damit verbundene unterschiedliche Empfindlichkeit auf die mittlerweile verfügbaren DAAs macht eine Sequenzanalyse der Zielregionen der DAAs sinnvoll. Derzeit umfasst das die HCV-Regionen NS3, NS5A und NS5B. Das bekannteste Bespiel ist die Q80K Mutation in der NS3-Region, die mit einer verminderten Sensitivität gegenüber Simeprevir (Olysio) verbunden ist. Im NS5ABereich sind eine Reihe von Aminosäuresubstitutionen beschrieben worden, die ebenfalls mit einer verminderten Empfindlichkeit gegenüber den NS5A-Inhibitoren Daclatasvir (Daklinza), Ledipasvir (im Kombinationspräparat Harvoni erhältlich) und Ombitasvir (als Kombinationspräparat Viekirax erhältlich) einhergeht. Die Auswertung der Sequenzen erfolgt mit dem Interpretationstool geno2pheno [HCV] (http://hcv.geno2pheno.org/index.php). Neben der Sequenzanalyse zu Baseline (bei Therapiestart), welche eine exakte Sub-Genotyp-Bestimmung ermöglicht, liefert die Baseline Analyse im Vergleich zu der Probe bei Therapieversagen die Auskunft, ob sich ein resistentes Virus entwickelt hat oder ob die Ursache des Therapieversagens andere Gründe hat. 37 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 7.3 HIV – Humanes Immundefizienz-Virus Das Untersuchungsspektrum umfasst bei HIV neben der Bestimmung der Empfindlichkeiten gegenüber antiretroviralen Medikamenten in den verschiedenen Zielregionen des Virus auch die Bestimmung des HIV1Subsyps und die Analyse des Tropismus/Korezeptorgebrauchs. Damit ist eine Resistenzbestimmung gegenüber Medikamenten der verschiedenen Klassen gemäß der EBM-Abrechnung möglich Protease und Reverse Transkriptase Inhibitoren (PIs, NRTIs und NNRTIs) Eine Analyse gegenüber der Empfindlichkeit von antiretroviralen Medikamenten gehört mittlerweile zur Standarddiagnostik bei der Einstellung auf die erste HIV-Therapie und bei jeder Therapieumstellung. Zunächst war diese Analyse auf die Zielbereiche Protease- und Reverse Transkriptase des HIV-Genoms beschränkt. Mittlerweile werden aber weitere Bereiche des HIV-Genoms untersucht, die zur Therapieplanung benötigt werden. Diese sind der Bereich der HIV-Integrase und der Zielbereich der Fusionsinhibitoren, also HIV-env-gp41. Durch die Medikamentenklasse der Coreceptor-Antagonisten muss zudem der Bereich des HIV-env-V3 untersucht werden, diese Analyse wird als Tropismusbestimmung bezeichnet. Unter www.daignet.de sind die Therapieleitlinien und die damit verbundenen Empfehlungen für die Resistenzuntersuchung einzusehen. Zur Analyse der Resistenz bzw. des Tropismus werden in der klinischen Routine molekularbiologische Analysen in Form von Sequenzanalysen der unterschiedlichen Genombereiche des HIV durchgeführt und anschließend in kommerzielle oder frei verfügbare Interpretationsprogramme gegeben. Das Institut für Virologie ist einer interdisziplinären Forschungsarbeit an der Erstellung und Verbesserung eines Bioinformatik-basierten Interpretationsprogramms (www.genafor.org) und an der Verwertung der Erkenntnisse aus diesem Programm zur Etablierung eines Regel-basierten Systems (www.HIV-GRADE.de), sowie an der Standardisierung der Resistenzinterpretation für Deutschland und Österreich beteiligt. Die nachfolgende Abbildung zeigt einen Ausdruck von geno2pheno[resistance], der vom System erstellt und offline manuell kommentiert werden kann. 38 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Ausgegeben werden der wahrscheinliche HIV-1 Subtyp und die „Rohwerte“ in Form von Aminosäureaustauschen gegenüber einem Referenz-HIV-Stamm und die Vorhersage der Höhe der Resistenz gegenüber den verschiedenen Medikamenten der Klassen Nukleos(t)idische (NRTI), NichtNukleosidische Reverse Transkriptase Inhibitoren (NNRTI) und Protease Inhibitoren (PI). Die Resistenz der untersuchten Probe ist als schwarzer Balken unter dem farbigen Balken dargestellt. Reicht der schwarze Balken über den grünen (sensitiven) in den gelben (intermediär) oder in den roten (resistent) Bereich, so ist die Wirkung des entsprechenden Medikaments als eingeschränkt oder als unwirksam anzusehen. Das in Zusammenarbeit im HIV-GRADE Arbeitskreis entstandene Interpretationssystem verwendet auch die Erkenntnisse aus geno2pheno, kann aber zusätzlich bei der Darstellung die Interpretation mit anderen internationalen Interpretationssystemen gleichzeitig anzeigen, wie in der nachfolgenden Abbildung zu sehen ist. Neben einer Subtyp-Vorhersage erfolgt die Interpretation einer HIV-Sequenz hier gleichzeitig durch HIVGRADE, ANRS (Frankreich), HIV-db (Stanford, USA), REGA (Belgien) und geno2pheno. Es ist zu sehen, dass die Interpretation in den meisten Teilen international übereinstimmend ist, in einigen Fällen aber doch unterschiedliche Bewertungen erfährt. Alle Resistenzbefunde werden daher mit einem Kommentar versehen, der den Kliniker bei der Auswahl der neuen Medikamentenkombination für den Patienten unterstützt. 39 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Integrase Inhibitoren (INIs) Zusätzlich zu der Resistenzbeurteilung der etablierten Medikamentenklassen kann die Resistenz auch gegenüber Integrasehemmern (INIs) vorhergesagt werden. Von den Integrasehemmern sind mittlerweile drei Medikamente sowohl für Therapie-naive, als auch –erfahrene Patienten zugelassen. Für eine Bestimmung der Wirksamkeit dieser Medikamente wird eine Vorhersage mittels geno2pheno[Integrase] (www.genafor.org) durchgeführt und eine Interpretation mit einer für den Patienten individuellen Befundung erstellt. Auch über das HIV-GRADE Tool (www.HIV-GRADE.de) ist eine Subtyp-Vorhersage und eine Interpretation einer HIV-Integrase-Sequenz gleichzeitig durch HIV-GRADE, ANRS (Frankreich), HIV-db (Stanford, USA) und REGA (Belgien) möglich. 40 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Coreceptor-Antagonisten (Tropismusanalyse / V3-Analyse) Vor der Gabe eines Coreceptor-Antagonisten muss die im Patienten vorherrschende Virusvariante untersucht werden. HIV ist prinzipiell in der Lage, alternativ zwei unterschiedliche Rezeptoren zusätzlich zum CD4-Rezeptor für die Infektion einer Zelle zu nutzen, den CCR5- oder den CXCR4-Rezeptor. Die Viren werden dann als R5 oder als X4-Viren bezeichnet. Von den Coreceptor-Antagonisten ist bislang nur ein Medikament zugelassen. Dieses blockiert den CCR5-Rezeptor und verhindert damit die Vermehrung von HIV-Varianten, die auf diesen Coreceptor angewiesen sind. Varianten, die ausschließlich oder alternativ den CXCR4-Rezeptor nutzen können, können nicht gehemmt werden. Eine Testung auf den Coreceptorgebrauch, auch als Tropismustestung bezeichnet, ist vor der Gabe des Medikaments durch EMA und FDA vorgesehen. Durch die deutschen Leitlinien der DAIG und durch europäische Leitlinien ist eine Testung mit phänotypischen Testen (Trofile, Monogram, San Francisco, USA oder InPheno, Basel, Schweiz) möglich oder dezentral mittels molekularbiologischer Analyse, d.h. mit Sequenzanalyse der HIV-env-V3 Region. Die daraus gewonnene Sequenz kann in das ebenfalls frei über das Internet verfügbare geno2pheno[coreceptor] (www.genafor.org) interpretiert werden. Das Programm präsentiert die „Rohwerte“ und eine Angabe, ob Coreceptorblocker wie das verfügbare Maraviroc wirksam sind oder nicht. Die Wahrscheinlichkeit der Wirksamkeit wird mit einem Wert angegeben, der „false positive rate“ (FPR), der besagt, mit welcher Wahrscheinlichkeit die Annahme, dass der CXCR4-Rezeptor benutzt wird, falsch ist. Je niedriger die FPR, desto höher die Wahrscheinlichkeit eines X4-Virus. Je nach FPR erscheint der Text in einer unterschiedlichen Farbe, grün (hohe FPR-Werte) für wirksam, rot (niedrige FPR-Werte) für unwirksam. Der cutoff kann je nach Leitlinie oder frei gewählt werden. Die angezeigten Werte ändern sich dadurch nicht. Die folgende Abbildung zeigt ein Beispiel für ein X4-Virus, das nicht durch den Coreceptorblocker inhibiert wird. 41 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 8. Organbezogene klinische Symptomatik bei Virusinfektionen Erkrankungen, Symptome, Syndrome Viren Auge Blepharitis HSV (Primärinfektion) VZV (Zoster ophthalm.) Molluscum contagiosum Virus Dakryoadenitis, Kanalikulitis Coxsackie A Viren HSV (Primärinfektion), VZV, EBV Mumpsvirus, Masernvirus Lidpapillome, Konjunktivalpapillome HPV 6, 11 Konjunktivitis, Keratokonjunktivitis Adenoviren Influenzaviren, Parainfluenzaviren HSV (Primärinfektion) VZV (Zoster ophthalmicus), EBV Masernvirus, Mumpsvirus, Rötelnvirus Molluscum contagiosum Virus Vacciniavirus Enterovirus 70 Coxsackievirus A24 Adenovirus Typ 11 (selten: VHF-Erreger: Hanta-, Gelbfieber-, Dengue-, Filoviren u. a.) .... hämorrhagische Konjunktivitis Keratitis Adenoviren HSV, VZV Masernvirus, Mumpsvirus, Rötelnvirus Vacciniavirus Kongenitale Mißbildungen .... Katarakt .... Glaukom .... Optikusatrophie Rötelnvirus, CMV, VZV Rötelnvirus (Buphthalmus) CMV, VZV Nervus opticus, Augenmuskelnerven: Neuritis, Ophthalmoplegie, Strabismus, Mydriasis, Nystamus VZV, HIV, EBV, Polioviren, Tollwutvirus, JCV (PML), Masernvirus (SSPE), Vacciniavirus Retinitis CMV (Immunsuppression, konnatal) HSV, VZV, EBV HIV Coxsackie-A-Viren Mumpsvirus Rifttal-Fieber-Virus Skleritis, Episkleritis HSV, VZV, EBV, Mumpsvirus Uveitis, Chorioiditis, Iridozyklitis, Iritis CMV, EBV, VZV, HSV Mumpsvirus, HTLV-1, Filoviren 42 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Bewegungsapparat, Muskulatur Arthritis Parvovirus B19, Rötelnvirus, Mumpsvirus VZV, HBV, Hantaviren, Denguevirus, Gelbfiebervirus Chikungunya-Virus, O’Nyong-Nyong Virus, Ross River Virus, HTLV-I Polioviren Typ 1 - 3, andere Enteroviren, HBV, HEV Rifttal-Fieber-Virus, Filoviren Myalgie / Myositis Influenzaviren, Coxsackie-A-(Bornholmsche Erkrankung), Coxsackie-B-; ECHO-, Polio-Viren, RSV, Parainfluenzaviren, Adenoviren, HAV, HBV, HCV, Hantaviren, HIV, Gelbfieber-, Dengue-, Filoviren, Chikungunya-Virus Tropische spastische Paraparese HTLV-I, evtl. HTLV-II Korpuskuläre Blutbestandteile, Blutbildung, Immunorgane Anämie Parvovirus B19, EBV Leukopenie, Lymphopenie CMV, Masernvirus, Enteroviren HIV, Gelbfieber-, Dengueviren Filoviren Thrombozytopenie CMV (Immunsuppression, konnatal) Dengue-, Hantaviren, VHF-Viren Panzytopenie CMV, EBV, Parvovirus B19 (transiente aplastische Krise bei chronischer hämolytischer Anämie) Atypische mononukleäre Zellen im Blutbild EBV, CMV, Enteroviren, Parvovirus B19, HTLV Lymphadenopathie .... vorwiegend generalisiert .... vorwiegend lokalisiert HIV, HTLV Filoviren EBV (zervikal), CMV Rötelnvirus (nuchal) tierische Pockenviren Splenomegalie EBV, CMV, Mumpsvirus, Filoviren Immunsuppression HIV, Masernvirus, CMV Leukämie, Lymphome: .... Adulte T-Zell-Leukämie (ATL) .... Burkitt-Lymphom, B-Zell-Lymphome .... Body cavity-based lymphoma (BCBL), .... Primary effusion lymphoma (PEL) .... Castleman-Syndrom HTLV-I EBV HHV8 (Immunsupprimierte) HHV8 (Immunsupprimierte) HHV8 (Immunsupprimierte) Thymitis Mumpsvirus Gerinnungsstörung, Hämorrhagien, hämorrhagische Fieber Dengueviren (meist Zweitinfektion) Gelbfiebervirus, Krim-Kongo-Fieber-Virus Hantaviren, Rifttal-Fieber-Virus Lassavirus, Filoviren, Chikungunya-V. 43 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Gastrointestinaltrakt Ösophagitis CMV (Immunsupprimierte) HSV (bei AIDS) HIV Gastritis Adenovirus Typ 31 (Immunsupprimierte) Enteritis /Diarrhö Rotaviren (Kleinkinder, nosokomial) Adeno-, Noro-, Astroviren Enteroviren, Coronaviren (?) Parechoviren (Säuglinge, Kleinkinder) Masernvirus, Hantaviren Influenza A H1N1 Kolitis/Proktitis CMV (Immunsupprimierte) HSV (AIDS) Parechoviren (Neugeborene, Säuglinge) Invaginationsileus Adenoviren Typen 1, 2, 5 (Säuglinge) Schleimhautulzera CMV (Immunsupprimierte) Hämorrhagien CMV (Immunsupprimierte) VHF-Viren: Krim-Kongo-Fieber-, Lassa-, RifttalFieber-, Filoviren Gelbfieber-, Dengueviren Hantaviren Leber akute Hepatitis / Hepatomegalie Reye-Syndrom (Enzephalopathie und fettige Leberdegeneration bei Kindern) chronische Hepatitis/Zirrhose/ hepatozelluläres Karzinom HAV, HBV, HCV, HDV, HEV CMV, EBV, HHV6, VZV, Parvovirus B19 Adenoviren (Immunsupprimierte) Mumps-, Röteln-, FSME-Virus, HSV (meist perinatal), Coxsackieviren, Parechoviren (Säuglinge, Kleinkinder), VHF-Viren: Gelbfieber-, Lassa-, Filo-, RifttalFieber, Krim-Kongo-Fieber-Viren Influenzaviren (v. a. nach ASS-Gabe) HBV, HCV, HDV, (HEV bei Immunsupprimierten) Pankreas Pankreatitis Mumpsvirus, CMV (bei AIDS) Zerstörung der Inselzellen, dadurch Diabetes mellitus Typ 1 Mumpsvirus, Enteroviren Rötelnvirus (konnatale Infektion) 44 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Geschlechtsorgane Prostatitis HSV Orchitis / Oophoritis (Adnexitis) Mumpsvirus (auch Epididymitis) Vacciniavirus (unilateral) Enteroviren (Coxsackie; Orchitis?) Condylomata acuminata (Feigwarzen) HPV 6, 11, seltener: HPV2, 16, 27, 30, 40-42, 44, 45, 54, 55, 57, 61, 90 CIN, VAIN, VIN, AIN, PIN HPV6, 11, 16, 18, 26, 30, 31, 33-35, 39, 40, 4245, 51-59, 61, 62, 64, 66-74, 81-87, 89-91, 97, 101, 108, 114 Zervixkarzinom HPV16, 18, 31, 33, 45, seltener: HPV26, 33, 35, 39, 51-53, 56, 58, 59, 66, 67, 68, 70, 73, 82 Vulva-, Vagina-, Penis-, Analkarzinome HPV16, 18, seltener: 31, 33, 45, 56 u.a. Buschke-Löwenstein Tumoren HPV6, 11 primär vesikuläre (später ulzerierende) Erkrankungen der Genitalschleimhaut HSV-2, HSV-1 VZV (progenitaler Zoster, selten) Dellwarzen, Ekzema molluscum (bei HIV) Molluscum-contagiosum Virus Sexuell übertragbare Infektionen ohne lokale Affektion HBV, HCV, HIV, HTLV, CMV Marburgvirus (Rekonvaleszenzphase) Haut und Schleimhaut Haut und Schleimhaut: lokalisierte, nicht-vesikuläre Effloreszenzen (siehe auch 8.: HPV-Typen in klinischen Läsionen) Mollusca contagiosa (Dellwarzen) Molluscum-contagiosum-V., vorw. Typ 1 Mollusca contagiosa gigantea (bei HIV+) Molluscum-contagiosum-V., vorw. Typ 2 Orf (Ecthyma contagiosum) Orfvirus (ein Parapoxvirus) Melkerknoten Paravacciniavirus (ein Parapoxvirus) Verrucae vulgares HPV2, 4, 27, 57, seltener: 1, 26-29, 41, 49, 75-77 Tiefe Plantarwarzen (Myrmezien) HPV1, seltener: 2, 4, 63 Mosaikwarzen (plantar) HPV2 Metzgerwarzen HPV7 Verrucae planae juveniles HPV3, 10, seltener: 28, 29 Pigmentierte Warzen HPV4, 60, 65 Epidermodysplasia verruciformis (EV) (seltene Erbkrankheit) Benigne/Prämaligne EV-Läsionen: HPV5, 8, 9, 12, 14, 15, 17, 19-25, 36, 38, 47, 50; Plattenepithelkarzinome: HPV5, 8, seltener: 14, 17, 20, 47 Kaposi-Sarkom HHV8 (= KSHV) T-Zell-Lymphom HTLV-I Merkelzell-Karzinom Merkelzell-Polyomavirus (MCPyV) 45 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Haut und Schleimhaut: lokalisierte, primär vesikuläre Effloreszenzen Herpes labialis HSV-1, seltener HSV-2 Herpes genitalis HSV-2, seltener HSV-1 Ekzema herpeticatum HSV-1, seltener HSV-2 Vesikel genabelt, gekammert Vacciniavirus (Laborpersonal!) Primär makulöse Effloreszenzen bei generalisierten Virusinfektionen erythematöse Exantheme / Enantheme Parvovirus B19: Ringelröteln = Erythema infectiosum („Slapped-cheek“-Disease „Gloves and Socks“-Syndrom) Humane Herpesviren 6 (HHV7 ?): Exanthema subitum = Roseola infantum = Dreitagefieber Masernvirus Enteroviren: Coxsackie A und B, ECHO Rötelnvirus Dengueviren, Chikungunya-Virus HIV (akutes retrovirales Syndrom) Filoviren, HAV, HEV Primär vesikuläre Effloreszenzen bei generalisierten Virusinfektionen Hand-Fuß-Mund-Krankheit (meist bei Kindern) Coxsackie Viren (A16, A4, A5, A9, A10, B2, B5), Enterovirus Typ 71 Herpangina (meist bei Kindern) Coxsackie-A-Viren Vesikel, generalisiert Varicella-Zoster-Virus (VZV) (Varizellen = Windpocken; selten Zoster generalisatus bei Immunsupprimierten) Herpes-simplex-Virus Typ 1 (2) bei Immunsupprimierte Affenpockenvirus (monomorph, u.U. hämorrhagisch) Sonstige Hautmanifestationen im Rahmen generalisierter Virusinfektionen Desquamation Masernvirus (Spätstadium) Filoviren (Rekonvaleszente) Seborrhoisches Ekzem HIV Petechien / Purpura Hantaviren Dengue-, Gelbfiebervirus Krim-Kongo-Fieber-Virus, Filo-Viren Hepatitis-C-Virus (HCV) Hepatitis-B-Virus (selten) (HBV) Rötelnvirus (selten) Ekchymosen VHF-Viren: Krim-Kongo-Fieber-, Lassa-, RifttalFieber-, Filoviren Gelbfiebervirus, Hantaviren Ikterus siehe bei Hepatitis 46 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Herz und Gefäße Myokarditis Enteroviren: Coxsackie A/B, ECHO, Polio, Parechoviren (Säuglinge, Kleinkinder) Influenza-Viren Mumpsvirus, Rötelnvirus Parvovirus B19, EBV Adenoviren, Hantaviren FSME-Virus (Begleitmyokarditis) Perikarditis Enteroviren Influenzaviren Rötelnvirus Lassavirus Bradykardie Filoviren Gelbfiebervirus („Faget-Zeichen“) angeborene Herzfehler Rötelnvirus (intrauterin erworben) Hypertonie Hantaviren (Stadium der Oligurie) Hypotonie Hantaviren (Schockstadium) Tollwutvirus (extreme Blutdruckschwankungen) Gelbfiebervirus (Schockstadium) alle Viren hämorrhagischer Fieber (Schockstadium) Mundhöhle, Rachen, Hals Pharyngitis Adenoviren, Enteroviren Influenzaviren, Parainfluenzaviren, Rhinoviren, Coronaviren, RSV EBV, HSV, CMV Masernvirus, Rötelnvirus Hantaviren, Filoviren, Lassavirus, FSME-Virus (Initialstadium) Enanthem Masernvirus, Filoviren Gingivostomatitis Herpes-simplex-Virus Typ 1 (2) Coxsackie-A-Viren (Herpangina) Tonsillitis EBV, CMV, HSV, HIV, Adenoviren Laryngitis, Laryngotracheobronchitis, Pseudokrupp Parainfluenzaviren, Influenzaviren, RSV, Enteroviren, Masernvirus Orale Papillome, Leukoplakien HPV2, 6, 11, 16, seltener: HPV7, 13, 32, 57, 72, 73 Fokale epitheliale Hyperplasie (M. Heck ) HPV13, 32 Larynxpapillome HPV6, 11 Larynxkarinome Selten: HPV16, 18, 30, 35 Tonsillenkarzinome (best. Formen), OropharynxKarzinome HPV16, selten: 18, 33, 5 Parotitis Mumpsvirus (Parotitis epidemica) CMV, Enteroviren Thyreoditis Mumpsvirus 47 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Nase Rhinitis, Schnupfen („Common Cold“) Rhinoviren (>100 Typen) Coronaviren Coxsackie-A/B-Viren, ECHO-Viren, Enteroviren 68, 71, Parechoviren (Säuglinge, Kleinkinder) Respiratory-Syncytial-Virus (RSV) (vorwiegend ältere Kinder) humanes Metapneumovirus (hMPV) Parainfluenzaviren, Influenzaviren Adenoviren Nasalpapillome HPV6, 11, 57 Nasen-, Nasennebenhöhlen-Karzinome Selten: HPV16, 57 Nasopharynxkarzinom (NPC) Epstein-Barr-Virus (EBV) Ohren Otitis media Respiratory Syncytial Virus (RSV) Influenza-A-Viren (bei Kindern) Parainfluenzaviren Adenoviren Masernvirus, Enteroviren Zoster oticus Varicella-Zoster-Virus (VZV) Innenohrdefekte (Hörstörungen) CMV (intrauterine Infektion) Rötelnvirus (intrauterine Infektion) Mumpsvirus (überstandene Infektion) Lassavirus (überstandene Infektion) Niere, Harnwege, Nebenniere Glomerulonephritis HBV (bei Kindern), HCV Nephritis CMV (bes. nach NTPL) Adenoviren (bes. nach NTPL) Mumpsvirus, BKV Hantaviren Lassavirus, Gelbfiebervirus, Filoviren akutes Nierenversagen, Oligurie persistierende Infektion des Nierengewebes CMV Adenovirus Typ 35 (bei Immunsupprim.) Polyomaviren (BK-, JC-Virus) Ureterstenose BK-Virus (Leukämie) Urethritis HSV-2 (1) Urethra-Condylome/Papillome HPV6, 11, 16 Zystitis, hämorrhagische Adenoviren BK-Virus (bes. bei Immunsupprimierten) Adrenalitis CMV (bei Immunsupprimierten) Enteroviren (perinatal) Filoviren 48 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Nervensystem Meningitis, Meningismus, Meningoenzephalitis Mumpsvirus Enteroviren: Coxsackie A/B, ECHO, Polio, Enterovirus 71, Parechoviren (Säuglinge, Kleinkinder), Lymphozytäre Choriomeningitis (LCM)-Virus Masernvirus, Adenoviren, FSME-Virus Parvovirus B19, Rötelnvirus EBV, HSV-2, HHV-6, CMV HIV, BKV Sandfliegen-Fieber-Virus (Serotyp Toscana; Mittelmeer) Hantaviren Japan-B-Enzephalitis-Virus Dengueviren, Rifttal-Fieber-Virus, Zikavirus Enzephalitis, Enzephalomyelitis (akut) HSV-1 (-2), EBV, VZV CMV (bei Immunsuppression, AIDS) Enteroviren, Polioviren, Parechoviren (Säuglinge, Kleinkinder), FSME-Virus Masernvirus Mumpsvirus, Rötelnvirus Adenoviren Tollwutvirus HIV, HTLV-1, HEV Lassavirus, Dengueviren Flaviviren: Japan-B-Enzephalitis-Virus, West Nil Virus, St. Louis Enzephalitis Virus, Murray Valley Enzephalitis Virus, Louping Ill Virus, etc. Bunyaviren: La Crosse V. (USA), Tahyna V., Rifttal-Fieber-Virus Alphaviren (Amerika): Western, Eastern, bzw. Venezuelan Equine Enzephalitis V., Semliki-Forest-V. (Afrika, Asien) Vacciniavirus, Herpes-B-Virus (Affe) Bunthörnchen-Bornavirus (bei Haltern von Bunthörnchen) chronische Enzephalitis, Enzephalopathie JC-Virus (PML = progressive multifokale Leukenzephalopathie, bei Immunsuppr.) HIV Masernvirus (SSPE, MIBE) Rötelnvirus (konnatal; progressive Panenzephalitis) Reye-Syndrom (Enzephalopathie und fettige Leberdegeneration bei Kindern) Influenzaviren (v. a. nach ASS-Gabe) VZV Myelitis, Myelopathie Enteroviren, Polioviren, FSME-Virus EBV, VZV, CMV, HSV-2 HIV, Filoviren HTLV-I (TSP = tropische spastische Paraparese) Polyradikuloneuritis (Guillain-Barré-Syndrom, GBS), postinfektiös nach akuten Infektionen durch: EBV, CMV Influenza-A-Virus FSME-Virus HIV Mumpsvirus HSV-1, -2 HEV Zikavirus 49 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Paresen: - Hirnnerven - Fazialisparese / Hörsturz - Periphere Nerven Polioviren, FSME-Virus, HIV VZV, Mumpsvirus, HEV Polioviren, Enterovirus 70, 71, Coxsackie A7, A9, B2-5, Echoviren, Parechoviren (Säuglinge, Kleinkinder), FSME-Virus, HIV, HTLV-I (-II), Japan-B-Enzephalitis-V. Respirationstrakt Akuter respiratorischer („grippaler“) Infekt („common cold“) siehe Abschnitt ’Nase’ Echte Virusgrippe Influenza-Viren A, B, selten C Laryngitis, Pseudokrupp siehe Abschnitt ’Mundhöhle, Rachen, Hals’ Pharyngitis siehe Abschnitt ’Mundhöhle, Rachen, Hals’ Tracheitis, Tracheobronchitis Influenza-A-Viren (hämorrhagisch) Respiratory-Syncytial-Virus (RSV) Humanes Metapneumovirus (hMPV) Parainfluenzaviren Masernvirus, FSME-Virus Bronchitis, Bronchiolitis Respiratory-Syncytial-Virus (RSV) Humanes Metapneumovirus (hMPV) Influenza-A, -B-Viren Parainfluenzaviren Rhinoviren (Asthmaanfälle) Enteroviren: Coxsackie A/B, ECHO, Enteroviren 68 - 71 Coronaviren, Adenoviren, Bocavirus Masernvirus, Rötelnvirus Pneumonie Influenza-A, -B Viren Respiratory-Syncytial-Virus (RSV) Humanes Metapneumovirus (hMPV) Parainfluenzaviren Adenoviren Rhinoviren Enteroviren: Coxsackie-A, -B, ECHO, Enteroviren 68, 71 Bocavirus, Coronaviren Masernvirus HSV-2 (-1) (perinatal erworben) CMV (perinatal) Varicella-Zoster-Virus (VZV) Pneumonie (bei Immunsupprimierten) siehe oben, sowie auch CMV (v. a. nach KM-TPL) Adenoviren Varicella-Zoster-Virus (VZV) Herpes-simplex-Viren (HSV) Masernvirus (Riesenzellpneumonie) BKV, Parvovirus B19 akutes respiratorisches Syndrom (ARDS) Hantaviren (v. a. Amerika) MERS-Coronavirus (arabische Halbinsel und umliegende Länder) Pleurodynie Coxsackie-B, -A-Viren, ECHO-Viren 50 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Schwangerschaft Embryopathie, angeborene Mißbildungen, Entwicklungsstörungen ................................. Hydrops fetalis Rötelnvirus Zytomegalievirus (CMV) Varicella-Zoster-Virus (VZV) HIV Lymphozytäre Choriomengitis-Virus Zikavirus Parvovirus B19 Abort, Frühgeburt, Fruchttod Parvovirus B19 Varicella-Zoster-Virus (VZV) Zytomegalievirus (CMV) Rötelnvirus (selten) Lassavirus, Filoviren Hepatitis E Virus (HEV) Mumpsvirus (?) Zikavirus Hepatitis oder Hepatosplenomegalie des Neugeborenen Zytomegalievirus (CMV) Varicella-Zoster-Virus (VZV) HSV (Herpes neonatorum) HBV, HCV, HEV Sepsisähnliche Infektion des Neugeborenen HSV (Herpes neonatorum) VZV (konnatale Varizellen) Enteroviren, Parechoviren Adenoviren 3, 7, 21 (Lunge, Leber) Vertikale Übertragung HIV-1/2, HBV, HCV, HTLV-I/II, Rötelnvirus, Parvovirus B19, CMV, VZV, Zikavirus, u.a. (siehe oben) Besondere Gefährdung der Mutter (schwererer Verlauf in der Schwangerschaft) VZV (Pneumonie) HEV (fulminante Hepatitis) Lassavirus 51 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 9. HPV-Typen in klinischen Läsionen LÄSIONEN HPV-TYPEN (häufige Typen fett gedruckt) Benigne Hautwarzen Vulgärwarzen (Verrucae vulgares) 2, 4, 27, 1, 26, 29, 41, 57, 75–78, 117 Tiefe Plantarwarzen (Myrmezien) 1 Mosaikwarzen (plantar) 2 Einschlußwarzen der Fußsohle 60, 63, 65 Verrucae planae juveniles 3, 10, 28, 29, 41, 49 Metzgerwarzen 7 EV*-spezifische Effloreszenzen 5, 8, 9, 12, 14, 15, 17, 19, 20, 21–25, 36–38, 47, 50 Flache Warzen von EV-Patienten 3, 10 Hautwarzen von Transplantierten/ Immunsupprimierten 1–6, 8, 10, 12, 15–17, 25, 27–29, 41, 49, 57, 75–78, 117, 128–134, 179, 184 # Benigne Kopf- und Hals-Tumoren Larynxpapillome 6, 11 Konjunktivalpapillome 6, 11 Nasalpapillome 6, 11, 57 Fokale epitheliale Hyperplasie Heck 13, 32 Orale Papillome und Leukoplakien 1, 2, 6, 7, 11, 13, 16, 18, 32, 57, 72, 73 Benigne anogenitale Läsionen Feigwarzen (Condylomata acuminata) 6, 11, 2, 16, 27, 30, 40–42, 44, 45, 54, 55, 57, 61, 90 Kutane Krebsvorstufen Aktinische Keratosen und M. Bowen 1–8, 11, 12, 14–22, 24–25, 31, 34–38, 40, 73, 93–94, 98-100, 107, # Anogenitale Krebsvorstufen Cervikale (CIN), vaginale (VAIN), vulväre (VIN), anale (AIN), penile (PIN) intraepitheliale Neoplasien 6, 11, 16, 18, 26–27, 30–35, 39, 40, 42–45, 51–59, 61, 62, 64, 66–74, 81–87, 89–91, 97, 101, 108, 114, # Kutane Karzinome Basaliome und Plattenepithelkarzinome von Transplantierten und Immunkompetenten 1, 2, 4–9, 11, 14–25, 27–29, 32–34, 36–38, 41, 42, 48, 51, 54, 56, 58, 60, 61, 65, 69, 70, 77, 92, 94, 96, 98– 100, 104, 105, 109–111, 113, # Digitale Plattenepithelkarzinome 2, 16, 18, 26, 31, 34, 35, 73, # Plattenepithelkarzinome von EV*-Patienten 5, 8, 14, 17, 20, 47 52 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Anogenitale Karzinome Zervixkarzinome 16, 18, 31, 33, 45, seltener: 26, 33, 35, 39, 51–53, 56, 58, 59, 66–68, 70, 73, 82 Vagina-, Vulva-, Anal-, Peniskarzinome 16, 18, 31, 33, 35, 39, 45, 51, 52, 56, 58, 59, 66, 68, u.a. Buschke-Löwenstein-Tumoren 6, 11 Sonstige Karzinome Larynxkarzinome 6, 11, 16, 18, 30, 31, 33, 35, 45 Orale und Pharynxkarzinome 16, 2, 3, 6, 11, 18 Tonsillenkarzinome 16, 5, 6, 11, 18, 31, 33, # Ösophaguskarzinome 6, 11, 9, 13, 16, 18, 20, 24, 25, 30, 31, 33, 38, 39, 51, 52. 57, 73, # Nasale/ Sinonasale Karzinome 6, 11, 16, 18, 57 Konjunktival-, Lid-, Tränensackkarzinome 6, 11, 14, 16, 18, 24, 36–38, # # unklassifizierte HPV-Typen; In der Tabelle nicht aufgeführte HPV-Typen: HPV88 und HPV95 sind kutane HPVs, zu denen bisher keine weiteren Informationen veröffentlicht wurden. HPV79 wurde aus dem Genitalbereich und HPV80 aus normaler Haut isoliert. HPV97, 102 und 103 wurden aus normalen zervikovaginalen Zellen isoliert. HPV156, 161-166 und 169-170 wurden aus gesunder Haut isoliert. Die WHO/International Agency for Research on Cancer stuft einzelne HPV-Typen bezüglich ihrer Karzinogenität folgendermaßen ein (Bouvard et al. Lancet Oncology, 10, 321-22, 2009): Karzinogen für den Menschen HPV16, 18, 31, 33, 35, 39, 45, 51, 52, 56, 58, 59 Vermutlich karzinogen für den Menschen HPV68 Möglicherweise karzinogen für den Menschen HPV26, 30, 34, 53, 66, 67, 69, 70, 73, 82, 85, 97 53 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 10. Literatur Mertens T, Haller OA, Klenk HD (Hrsg.): Diagnostik und Therapie von Viruskrankheiten. Leitlinien der Gesellschaft für Virologie. 2. Auflage. Urban & Fischer Verlag München, 2004 Neumeister B, Geiss HK, Braun RW, Kimmig R (Hrsg.): Mikrobiologische Diagnostik. 2. Auflage. Thieme Verlag Stuttgart, 2009 Doerr HW & Gerlich WH (Hrsg.): Medizinische Virologie, 2. Auflage, Thieme Verlag, Stuttgart, 2010 Gross G, Tyring SK (Hrsg.): Sexually Transmitted Infections and Sexually Transmitted Diseases. Springer Verlag, Berlin Heidelberg, 2011 Pfister H (Hrsg.): Prophylaxis and Early Detection of HPV-Related Neoplasia. Vol. 28 Monographs in Virology. Karger Verlag, Basel Freiburg, 2012 Knipe DM & Howley PM (Hrsg.): Fields Virology, Sixth Edition, Wolters Kluwer/Lippincott Willims & Wilkins, Philadelphia, 2013 Ramirez-Fort M, Khan F, Rady P, Tyring SK (Hrsg.): Human Papillomavirus – Bench to Bedside, Current Problems in Dermatology 45, Karger Verlag, Basel, 2014 Wieland U, Kreuter A, Pfister H. Human papillomavirus and immunosuppression. Curr Probl Dermatol. 45:154-65, 2014. doi: 10.1159/000357907 S2k-Leitlinie Labordiagnostik schwangerschaftsrelevanter Virusinfektionen. http://www.awmf.org/leitlinien/detail/ll/093-001.html oder Springer-Verlag Berlin Heidelberg 2014 (Hrsg. Deutsche Vereinigung zur Bekämpfung von Viruskrankheiten(DVV) und Gesellschaft für Virologie (GfV). Mandell, Douglas and Bennett´s JE, Principles and Practice of Infectious Diseases. 8th Edition. J.E. Bennett, R. Dolin, M.J. Blaser (Hrsg.): Elsevier Saunders, Philadelphia, 2015 Nachweis einer Infektion mit Humanem Immundefizienzvirus (HIV): Serologisches Screening mit nachfolgender Bestätigungsdiagnostik durch Antikörper-basierte Testsysteme und/oder durch HIV-Nukleinsäure-Nachweis. Stellungnahme der Gemeinsamen Diagnostikkommission der Deutschen Vereinigung zur Bekämpfung von Viruskrankheiten e. V. (DVV e. V.) und der Gesellschaft für Virologie e. V. (GfV e. V.). Bundesgesundheitsbl 2015 DOI 10.1007/s00103-015-2174-x www.rki.de/infektionsschutz 54 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 11. Meldeplicht (Auszug aus dem IfSG) Gesetz zur Verhütung und Bekämpfung von Infektionskrankheiten beim Menschen (Infektionsschutzgesetz - IfSG) Ausfertigungsdatum: 20.07.2000 Vollzitat: "Infektionsschutzgesetz vom 20. Juli 2000 (BGBl. I S. 1045), das zuletzt durch Artikel 4 Absatz 20 des Gesetzes vom 18. Juli 2016 (BGBl. I S. 1666) geändert worden ist" Stand: Zuletzt geändert durch Art. 4 Abs. 20 G v. 18.7.2016 I 1666 Ein Service des Bundesministeriums der Justiz und für Verbraucherschutz in Zusammenarbeit mit der juris GmbH www.juris.de; http://www.rki.de/DE/Content/Infekt/IfSG/Gesetze/gesetze_node.html 3. Abschnitt Meldewesen § 6 Meldepflichtige Krankheiten (1) Namentlich ist zu melden: 1. der Krankheitsverdacht, die Erkrankung sowie der Tod an a) Botulismus b) Cholera c) Diphtherie d) humaner spongiformer Enzephalopathie, außer familiär-hereditärer Formen e) akuter Virushepatitis f) enteropathischem hämolytisch-urämischem Syndrom (HUS) g) virusbedingtem hämorrhagischen Fieber h) Masern i) Meningokokken-Meningitis oder -Sepsis j) Milzbrand k) Mumps l) Pertussis m) Poliomyelitis (als Verdacht gilt jede akute schlaffe Lähmung, außer wenn traumatisch bedingt) n) Pest o) Röteln einschließlich Rötelnembryopathie p) Tollwut q) Typhus abdominalis/Paratyphus r) Varizellen sowie die Erkrankung und der Tod an einer behandlungsbedürftigen Tuberkulose, auch wenn ein bakteriologischer Nachweis nicht vorliegt, 2. der Verdacht auf und die Erkrankung an einer mikrobiell bedingten Lebensmittelvergiftung oder an einer akuten infektiösen Gastroenteritis, wenn a) eine Person betroffen ist, die eine Tätigkeit im Sinne des § 42 Abs. 1 ausübt, b) zwei oder mehr gleichartige Erkrankungen auftreten, bei denen ein epidemischer Zusammenhang wahrscheinlich ist oder vermutet wird, 3. der Verdacht einer über das übliche Ausmaß einer Impfreaktion hinausgehenden gesundheitlichen Schädigung, 4. die Verletzung eines Menschen durch ein tollwutkrankes, -verdächtiges oder -ansteckungsverdächtiges Tier sowie die Berührung eines solchen Tieres oder Tierkörpers, 5. soweit nicht nach den Nummern 1 bis 4 meldepflichtig, das Auftreten a) einer bedrohlichen Krankheit oder b) von zwei oder mehr gleichartigen Erkrankungen, bei denen ein epidemischer Zusammenhang wahrscheinlich ist oder vermutet wird, wenn dies auf eine schwerwiegende Gefahr für die Allgemeinheit hinweist und Krankheitserreger als Ursache in Betracht kommen, die nicht in § 7 genannt sind. Die Meldung nach Satz 1 hat gemäß § 8 Abs. 1 Nr. 1, 3 bis 8, § 9 Abs. 1, 2, 3 Satz 1 oder 3 zu erfolgen. (2) Dem Gesundheitsamt ist über die Meldung nach Absatz 1 Nr. 1 hinaus mitzuteilen, wenn Personen, die an einer behandlungsbedürftigen Lungentuberkulose leiden, eine Behandlung verweigern oder abbrechen. Die Meldung nach Satz 1 hat gemäß § 8 Abs. 1 Nr. 1, § 9 Abs. 1 und 3 Satz 1 oder 3 zu erfolgen. (3) Dem Gesundheitsamt ist unverzüglich das gehäufte Auftreten nosokomialer Infektionen, bei denen ein epidemischer Zusammenhang wahrscheinlich ist oder vermutet wird, als Ausbruch nichtnamentlich zu melden. Die Meldung nach Satz 1 hat gemäß § 8 Abs. 1 Nr. 1, 3 und 5, § 10 Absatz 6 zu erfolgen. 55 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 § 7 Meldepflichtige Nachweise von Krankheitserregern (1) Namentlich ist bei folgenden Krankheitserregern, soweit nicht anders bestimmt, der direkte oder indirekte Nachweis zu melden, soweit die Nachweise auf eine akute Infektion hinweisen: 1. Adenoviren; Meldepflicht nur für den direkten Nachweis im Konjunktivalabstrich 2. Bacillus anthracis 3. Bordetella pertussis, Bordetella parapertussis 4. Borrelia recurrentis 5. Brucella sp. 6. Campylobacter sp., darmpathogen 7. Chlamydia psittaci 8. Clostridium botulinum oder Toxinnachweis 9. Corynebacterium diphtheriae, Toxin bildend 10. Coxiella burnetii 11. humanpathogene Cryptosporidium sp. 12. Ebolavirus 13. a) Escherichia coli, enterohämorrhagische Stämme (EHEC) b) Escherichia coli, sonstige darmpathogene Stämme 14. Francisella tularensis 15. FSME-Virus 16. Gelbfiebervirus 17. Giardia lamblia 18. Haemophilus influenzae; Meldepflicht nur für den direkten Nachweis aus Liquor oder Blut 19. Hantaviren 20. Hepatitis-A-Virus 21. Hepatitis-B-Virus 22. Hepatitis-C-Virus; Meldepflicht für alle Nachweise, soweit nicht bekannt ist, dass eine chronische Infektion vorliegt 23. Hepatitis-D-Virus 24. Hepatitis-E-Virus 25. Influenzaviren; Meldepflicht nur für den direkten Nachweis 26. Lassavirus 27. Legionella sp. 28. humanpathogene Leptospira sp. 29. Listeria monocytogenes; Meldepflicht nur für den direkten Nachweis aus Blut, Liquor oder anderen normalerweise sterilen Substraten sowie aus Abstrichen von Neugeborenen 30. Marburgvirus 31. Masernvirus 32. Mumpsvirus 33. Mycobacterium leprae 34. Mycobacterium tuberculosis/africanum, Mycobacterium bovis; Meldepflicht für den direkten Erregernachweis sowie nachfolgend für das Ergebnis der Resistenzbestimmung; vorab auch für den Nachweis säurefester Stäbchen im Sputum 35. Neisseria meningitidis; Meldepflicht nur für den direkten Nachweis aus Liquor, Blut, hämorrhagischen Hautinfiltraten oder anderen normalerweise sterilen Substraten 36. Norwalk-ähnliches Virus; Meldepflicht nur für den direkten Nachweis aus Stuhl 37. Poliovirus 38. Rabiesvirus 39. Rickettsia prowazekii 40. Rotavirus 41. Rubellavirus 42. Salmonella Paratyphi; Meldepflicht für alle direkten Nachweise 43. Salmonella Typhi; Meldepflicht für alle direkten Nachweise 44. Salmonella, sonstige 45. Shigella sp. 46. Trichinella spiralis 47. Varizella-Zoster-Virus 48. Vibrio cholerae O 1 und O 139 49. Yersinia enterocolitica, darmpathogen 50. Yersinia pestis 51. andere Erreger hämorrhagischer Fieber. Die Meldung nach Satz 1 hat gemäß § 8 Abs. 1 Nr. 2, 3, 4 und Abs. 4, § 9 Abs. 1, 2, 3 Satz 1 oder 3 zu erfolgen. (2) Namentlich sind in dieser Vorschrift nicht genannte Krankheitserreger zu melden, soweit deren örtliche und zeitliche Häufung auf eine schwerwiegende Gefahr für die Allgemeinheit hinweist. Die Meldung nach Satz 1 hat gemäß § 8 Abs. 1 Nr. 2, 3 und Abs. 4, § 9 Abs. 2, 3 Satz 1 oder 3 zu erfolgen. (3) Nichtnamentlich ist bei folgenden Krankheitserregern der direkte oder indirekte Nachweis zu melden: 1. Treponema pallidum 2. HIV 56 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 3. Echinococcus sp. 4. Plasmodium sp. 5. Toxoplasma gondii; Meldepflicht nur bei konnatalen Infektionen. Die Meldung nach Satz 1 hat gemäß § 8 Abs. 1 Nr. 2, 3 und Abs. 4, § 10 Abs. 1 Satz 1, Abs. 3, 4 Satz 1 zu erfolgen. § 8 Zur Meldung verpflichtete Personen (1) Zur Meldung oder Mitteilung sind verpflichtet: 1. im Falle des § 6 der feststellende Arzt; in Krankenhäusern oder anderen Einrichtungen der stationären Pflege ist für die Einhaltung der Meldepflicht neben dem feststellenden Arzt auch der leitende Arzt, in Krankenhäusern mit mehreren selbständigen Abteilungen der leitende Abteilungsarzt, in Einrichtungen ohne leitenden Arzt der behandelnde Arzt verantwortlich, 2. im Falle des § 7 die Leiter von Medizinaluntersuchungsämtern und sonstigen privaten oder öffentlichen Untersuchungsstellen einschließlich der Krankenhauslaboratorien, 3. im Falle der §§ 6 und 7 die Leiter von Einrichtungen der pathologisch-anatomischen Diagnostik, wenn ein Befund erhoben wird, der sicher oder mit hoher Wahrscheinlichkeit auf das Vorliegen einer meldepflichtigen Erkrankung oder Infektion durch einen meldepflichtigen Krankheitserreger schließen lässt, 4. im Falle des § 6 Abs. 1 Nr. 4 und im Falle des § 7 Absatz 1 Satz 1 Nummer 38 bei Tieren, mit denen Menschen Kontakt gehabt haben, auch der Tierarzt, 5. im Falle des § 6 Abs. 1 Nr. 1, 2 und 5 und Abs. 3 Angehörige eines anderen Heil- oder Pflegeberufs, der für die Berufsausübung oder die Führung der Berufsbezeichnung eine staatlich geregelte Ausbildung oder Anerkennung erfordert, 6. (weggefallen) 7. im Falle des § 6 Abs. 1 Nr. 1, 2 und 5 die Leiter von Pflegeeinrichtungen, Justizvollzugsanstalten, Heimen, Lagern oder ähnlichen Einrichtungen, 8. im Falle des § 6 Abs. 1 der Heilpraktiker. (2) Die Meldepflicht besteht nicht für Personen des Not- und Rettungsdienstes, wenn der Patient unverzüglich in eine ärztlich geleitete Einrichtung gebracht wurde. Die Meldepflicht besteht für die in Absatz 1 Nr. 5 bis 7 bezeichneten Personen nur, wenn ein Arzt nicht hinzugezogen wurde. (3) Die Meldepflicht besteht nicht, wenn dem Meldepflichtigen ein Nachweis vorliegt, dass die Meldung bereits erfolgte und andere als die bereits gemeldeten Angaben nicht erhoben wurden. Satz 1 gilt auch für Erkrankungen, bei denen der Verdacht bereits gemeldet wurde. (4) Absatz 1 Nr. 2 gilt entsprechend für Personen, die die Untersuchung zum Nachweis von Krankheitserregern außerhalb des Geltungsbereichs dieses Gesetzes durchführen lassen. (5) Der Meldepflichtige hat dem Gesundheitsamt unverzüglich mitzuteilen, wenn sich eine Verdachtsmeldung nicht bestätigt hat. § 9 Namentliche Meldung (1) Die namentliche Meldung durch eine der in § 8 Abs. 1 Nr. 1, 4 bis 8 genannten Personen muss folgende Angaben enthalten: 1. Name, Vorname des Patienten 2. Geschlecht 3. Tag, Monat und Jahr der Geburt 4. Anschrift der Hauptwohnung und, falls abweichend: Anschrift des derzeitigen Aufenthaltsortes 5. Tätigkeit in Einrichtungen oder Gewerben im Sinne des § 23 Absatz 5 oder des § 36 Absatz 1 oder 2; Tätigkeit im Sinne des § 42 Absatz 1 bei akuter Gastroenteritis, akuter Virushepatitis, Typhus abdominalis/Paratyphus und Cholera 6. Betreuung in einer Gemeinschaftseinrichtung gemäß § 33 7. Diagnose beziehungsweise Verdachtsdiagnose 8. Tag der Erkrankung oder Tag der Diagnose, gegebenenfalls Tag des Todes 9. wahrscheinliche Infektionsquelle 10. Land (in Deutschland: Landkreis oder kreisfreie Stadt), in dem die Infektion wahrscheinlich erworben wurde; bei Tuberkulose Geburtsland und Staatsangehörigkeit 11. Name, Anschrift und Telefonnummer der mit der Erregerdiagnostik beauftragten Untersuchungsstelle 57 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 12. Überweisung in ein Krankenhaus beziehungsweise Aufnahme in einem Krankenhaus oder einer anderen Einrichtung der stationären Pflege und Entlassung aus der Einrichtung, soweit dem Meldepflichtigen bekannt 13. Blut-, Organ-, Gewebe- oder Zellspende in den letzten sechs Monaten 14. Name, Anschrift und Telefonnummer des Meldenden 15. bei einer Meldung nach § 6 Abs. 1 Nr. 3 die Angaben nach § 22 Abs. 2. Bei den in § 8 Abs. 1 Nr. 4 bis 8 genannten Personen beschränkt sich die Meldepflicht auf die ihnen vorliegenden Angaben. (2) Die namentliche Meldung durch eine in § 8 Abs. 1 Nr. 2 und 3 genannte Person muss folgende Angaben enthalten: 1. Name, Vorname des Patienten 2. Geschlecht, soweit die Angabe vorliegt 3. Tag, Monat und Jahr der Geburt, soweit die Angaben vorliegen 4. Anschrift der Hauptwohnung und, falls abweichend: Anschrift des derzeitigen Aufenthaltsortes, soweit die Angaben vorliegen 5. Art des Untersuchungsmaterials 6. Eingangsdatum des Untersuchungsmaterials 7. Nachweismethode 8. Untersuchungsbefund 9. Name, Anschrift und Telefonnummer des einsendenden Arztes beziehungsweise des Krankenhauses 10. Name, Anschrift und Telefonnummer des Meldenden. Der einsendende Arzt hat bei einer Untersuchung auf Hepatitis C dem Meldepflichtigen mitzuteilen, ob ihm eine chronische Hepatitis C bei dem Patienten bekannt ist. (3) Die namentliche Meldung muss unverzüglich erfolgen und spätestens innerhalb von 24 Stunden nach erlangter Kenntnis dem für den Aufenthalt des Betroffenen zuständigen Gesundheitsamt, im Falle des Absatzes 2 dem für den Einsender zuständigen Gesundheitsamt vorliegen. Eine Meldung darf wegen einzelner fehlender Angaben nicht verzögert werden. Die Nachmeldung oder Korrektur von Angaben hat unverzüglich nach deren Vorliegen zu erfolgen. Liegt die Hauptwohnung oder der gewöhnliche Aufenthaltsort der betroffenen Person im Bereich eines anderen Gesundheitsamtes, so hat das unterrichtete Gesundheitsamt das für die Hauptwohnung,bei mehreren Wohnungen das für den gewöhnlichen Aufenthaltsort des Betroffenen zuständige Gesundheitsamt unverzüglich zu benachrichtigen. (4) (weggefallen) (5) Das Gesundheitsamt darf die gemeldeten personenbezogenen Daten nur für seine Aufgaben nach diesem Gesetz verarbeiten und nutzen. Personenbezogene Daten sind zu löschen, wenn ihre Kenntnis für das Gesundheitsamt zur Erfüllung der in seiner Zuständigkeit liegenden Aufgaben nicht mehr erforderlich ist, Daten zu § 7 Absatz 1 Satz 1 Nummer 22 spätestens jedoch nach drei Jahren. § 10 Nichtnamentliche Meldung (1) Die nichtnamentliche Meldung nach § 7 Abs. 3 muss folgende Angaben enthalten: 1. im Falle des § 7 Abs. 3 Nr. 2 eine fallbezogene Verschlüsselung gemäß Absatz 2 2. Geschlecht 3. Monat und Jahr der Geburt 4. erste drei Ziffern der Postleitzahl der Hauptwohnung 5. Untersuchungsbefund 6. Monat und Jahr der Diagnose 7. Art des Untersuchungsmaterials 8. Nachweismethode 9. wahrscheinlicher Infektionsweg, wahrscheinliches Infektionsrisiko 10. Land, in dem die Infektion wahrscheinlich erworben wurde 11. Name, Anschrift und Telefonnummer des Meldenden 12. bei Malaria Angaben zur Expositions- und Chemoprophylaxe. Der einsendende Arzt hat den Meldepflichtigen insbesondere bei den Angaben zu den Nummern 9, 10 und 12 zu unterstützen. (2) Die fallbezogene Verschlüsselung besteht aus dem dritten Buchstaben des ersten Vornamens in Verbindung mit der Anzahl der Buchstaben des ersten Vornamens sowie dem dritten Buchstaben des ersten Nachnamens in Verbindung mit der Anzahl der Buchstaben des ersten Nachnamens. Bei Doppelnamen wird jeweils nur der erste Teil des Namens berücksichtigt; Umlaute werden in zwei Buchstaben dargestellt. Namenszusätze bleiben unberücksichtigt. (3) Bei den in § 8 Abs. 1 Nr. 3 und 5 genannten Personen beschränkt sich der Umfang der Meldung auf die ihnen vorliegenden Angaben. (4) Die nichtnamentliche Meldung nach § 7 Abs. 3 muss innerhalb von zwei Wochen gegenüber dem Robert Koch- 58 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Institut erfolgen. Es ist ein vom Robert Koch-Institut erstelltes Formblatt oder ein geeigneter Datenträger zu verwenden. (5) Die Angaben nach Absatz 2 und die Angaben zum Monat der Geburt dürfen vom Robert Koch-Institut lediglich zu der Prüfung verarbeitet und genutzt werden, ob verschiedene Meldungen sich auf dieselbe Person beziehen. Sie sind zu löschen, sobald nicht mehr zu erwarten ist, dass die damit bewirkte Einschränkung der Prüfungen nach Satz 1 eine nicht unerhebliche Verfälschung der aus den Meldungen zu gewinnenden epidemiologischen Beurteilung bewirkt, jedoch spätestens nach 30 Jahren. (6) Die nichtnamentliche Meldung nach § 6 Absatz 3 muss die Angaben nach Absatz 1 Nummer 5, 9 und 11, Monat und Jahr der einzelnen Diagnosen sowie Name und Anschrift der betroffenen Einrichtung enthalten. Absatz 3 ist anzuwenden. § 9 Absatz 3 Satz 1 bis 3 gilt entsprechend. Weitere Angaben zum Infektionsschutzgesetz (z.B. Falldefinitionen, Meldebögen, Belehrungsbögen, Angaben zu nosokomialen Infektionen, Literaturhinweise) finden Sie unter: http://www.rki.de > Infektionsschutz > Infektionsschutzgesetz 59 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 12. Abkürzungsverzeichnis aAbstr. AG Agglut. AI AK ANA AU AV BAL BKPyV c CA CIN CMIA CMV d DNA EA EBNA EBV EI EIA ELFA EV erbsengr. FI Fruchtw. FSME GE GT gw h i.d.R. HAV HBV HCV HDV HEV HHT HHV-6 HHV-8 HIV hMPV HPV HR HSV HTLV-1 IB IC IE IEA IFT IfVK IgA IgG antiAbstrich Antigen Agglutination Antikörperindex (relativer Liquor/ Serum IgG-Quotient) Antikörper Anti-nukleäre Antikörper Arbitrary Units Adenoviren Bronchalveoläre Lavage BK-Virus (Polyomavirus) Kopien Karzinom Cervikale intraepitheliale Neoplasie Chemiluminescent Magnetic Microparticle Immunoassay Zytomegalievirus Tag Desoxyribonukleinsäure Early Antigen (EBV) EBV spezifisches nukleäres Antigen Epstein-Barr Virus Entry-Inhibitor (z.B. Maraviroc) Enzyme Immuno Assay Enzyme Linked Fluorescent Assay Epidermodysplasia verruciformis erbsengroß Fusionsinhibitor (z.B. Enfurvitid, T20) Fruchtwasser Frühsommer-Meningoenzephalitis Gastroenteritis Genotyp grenzwertig Stunde in der Regel Hepatitis A Virus Hepatitis B Virus Hepatitis C Virus Hepatitis D Virus Hepatitis E Virus Hämagglutinationshemmtest Humanes Herpesvirus 6 Humanes Herpesvirus 8 (=KSHV) Humanes Immundefizienzvirus Humanes Metapneumovirus Humanes Papillomvirus High Risk (HPV) Herpes simplex Virus Humanes T-Zell-Leukämievirus Typ 1 Immunoblot Immunchromatographie Internationale Einheiten Immediate Early Antigen (CMV) Immunfluoreszenztest Institut für Virologie des Klinikums der Universität zu Köln Immunglobulin A Immunglobulin G 60 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 IgM IKZ Infekt. IU JCPyV Kammerw. KBR KM-TPL Knochenm. KS KSHV LPS LR m MCPyV MEIA MERS MIBE mRNA neg. NNRTI NRTI NPC NS-Blut NT NTPL PAIN Pat. PCR p.i. PI PIN PML pos. qual. quant. RE Reakt. RNA RSV RT SFV SSPE Therapiekontr. TM TORCH TPL TS U V. V.a. VAIN VCA VHF VIN VZV w Z.n. Immunglobulin M Inkubationszeit Infektion Internationale Units JC-Virus (Polyomavirus) Kammerwasser Komplementbindungsreaktion Knochenmark-Transplantation Knochenmark Kaposi-Sarkom Kaposi-Sarkom-assoziiertes Herpesvirus (= HHV8) Lipopolysaccharid Low Risk (HPV) Minute Merkelzell-Polyomavirus Mikropartikel Enzyme Immuno Assay Middle East Respiratory Syndrome Masern Inclusion Body Enzephalitis messenger RNA negativ Nicht-Nukleosidischer Reverse Transkriptase Inhibitor (z.B. EFV) Nukleosidischer Reverse Transkriptase Inhibitor (z.B. AZT) Nasopharynxkarzinom Nabelschnurblut Neutralisationstest Nierentransplantation Perianale intraepitheliale Neoplasie Patient(en) Polymerase-Kettenreaktion post infectionem Protease-Inhibitor (z.B. Lopinavir) Penile intraepitheliale Neoplasie Progressive multifokale Leukenzephalopathie positiv qualitativ quantitativ relative Einheiten Reaktivierung Ribonukleinsäure Respiratory Syncytial Virus Respirationstrakt Sandfliegen-Fieber-Virus Subakute sklerosierende Panenzephalitis Therapiekontrolle Transportmedium Toxoplasmose, Röteln, CMV, HSV Transplantation Trachealsekret Units (Einheiten) Virus Verdacht auf Vaginale intraepitheliale Neoplasie Viruscapsid-Antigen (EBV) Virales Hämorrhagisches Fieber Vulväre intraepitheliale Neoplasie Varizella-Zoster-Virus Woche(n) Zustand nach 61 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.0 Notizen 62
