Standards in der LUNGEN- UND PLEURAPATHOLOGIE in

ÖGP Qualitätsstandards in der Pathologie
Lungen- & Pleurapathologie 3.7
3.7 LUNGEN- UND PLEURAPATHOLOGIE
H. Popper, G. Dekan, U. Gruber-Mösenbacher, M. Tötsch, O. Braun
MAKROSKOPIE
Bei transbronchialen Biopsien Vermerk, ob transbronchial gewonnenes
Lungengewebe (schwimmt/schwebt schwämmchenartig im Formol), oder
Schleimhautbiopsien (sinken zu Boden; ev. kurz schütteln).
Autopsielungen und offene Biopsien (VATS): Folgende Verhältnisse sind zu
beschreiben:
A) Entzündliche Prozesse:
Pleuraoberfläche glatt oder mitbetroffen (siehe auch Pleura), Konsistenz der
Lunge, Schnittfläche trocken/feucht, Farbe der Flüssigkeit, Infiltrate diffus/nodulär,
Emphysem, Zysten, Ausbreitung peribronchiolär, perivasculär *, pleuranahe
periphere Prozesse ** (siehe Schema).
_____________
* hier bewährt sich eine Schnittführung tangential zur Pleura, da dabei die Gefäße
und Bronchiolen quer zum Verlauf geschnitten werden, und das Ausbreitungsmuster
besser beurteilt werden kann;
** dafür ist die radiäre Schnittführung besser geeignet;
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B) Pneumokoniosen:
Pleuraoberfläche glatt/narbig eingezogen/Beläge, Konsistenz und Farbe der
Lunge, Prozess nodulär/diffus, Größe der Noduli, Konfluenz, Zysten/Emphysem,
Fibrose, Anthrakose, noduläre Veränderungen in Lymphknoten (LN) und
Bezeichnung der LN (intrapulmonal, hilär, obere/untere Bifurkation, etc.)
C) Tumor:
Lokalisation (Zuordnung zu Segment-, Subsegment-, oder Lappenbronchus, oder
Zuordnung zu Segment/Subsegment), Größe (3 Durchmesser) und Farbe des
Tumors, Struktur auf der Schnittfläche, Verhalten zur Umgebung (strahlig, glatt
abgegrenzt, Verhalten zur Pleura bei peripheren Herden). Intrapulmonale
Metastasen gesondert beschreiben, sonstige Begleitprozesse ebenfalls (z.B.
zusätzliche TBC, Retentionspneumonie, Bronchitis, Emphysem, etc.;
Beschreibung wie bei entzündlichen Prozessen). Sofern nicht im Prästaging
erfasst, LN in intrapulmonale (Lappen zugeordnet) und Hilus-LN trennen, sodann
die zumeist getrennt eingelangten N2-LN beschreiben (Infiltrationen, Sonstiges
inclusive Anthrakose). Bei zentralen Tumoren Abstand zum Resektionsrand
angeben (befallene LN im RR ergeben kein R1!)
D) Autopsielungen:
Vorgehen wie bei den entsprechenden Resektionspräparaten (1-3). Zusätzlich
Beschreibung von LN-Stationen über N2 hinaus (paratracheal, mediastinal, etc.),
parietale Pleura und Thoraxwand (siehe auch Pleura). Wichtig bei
Pneumokoniosen Befall abdomineller LN (paraaortal, parapankreatisch, etc.),
sowie extrapulmonaler Organbefall - dies geht in die Pneumokonioseklassifikation ein (s.u.).
E) Pleura (sinngemäß auch andere seröse Häute):
Oberfläche glatt/rauh, flächig entzündlich/tumorös infiltriert, nodulär entzündlich
/tumorös; weiters Farbe, etwaige Beläge, Verschieblichkeit der Beläge,
Pleuraverdickung flächig/nodulär, Verwachsung, Infiltrationen in der Pleura
diffus/streifig/netzig, bei Autopsielungen auch Art des Pleuraergusses (Menge,
Farbe, Phasen flüssig/korpuskulär nach Abstehen oder Zentrifugieren).
VERARBEITUNG DER PROBEN
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A) Transbronchiale und bronchiale Lungenbiopsien
Übliche Fixation und Einbettung, alles verarbeiten. Wünschenswert sind 8-10
Schnittebenen, die ersten 2-3 HE-gefärbt auf einem Objektträger (OT), dann 4
ungefärbte auf je einen OT und dann nochmals 2-3 HE-gefärbt auf einem OT.
Ungefärbte OTs für Sonderfärbungen; HE-Schnitte vor und nachher ermöglichen
Kontrolle, ob Läsion noch vorhanden.
B) Offene Lungenbiopsie/VATS
Metallklammerreihe mit Schere abschneiden, Lamellierung tangential oder radial
zur Pleura (Begründung siehe oben), nach Erfordernis. Kleines Stück für
mikrobiologische Untersuchungen und Abklatschzytologie, weiteres für
Gefrierschnittuntersuchung, drittes für Spezialuntersuchungen (s.u.); restliche
Biopsie durch mehrfaches Einstechen mit Spritzennadel und Auffüllen mit
Formalin für 2-20 Std. fixieren (gute Fixierung bereits nach 3 Stunden),
Schnittführung nach bisheriger Gewohnheit. Alles einbetten, besonders wichtig
bei nicht-tumorösen Prozessen. 5-6 Schnittebenen, Gefrierschnitt zur
Orientierung: wichtig ist die Aussage, ob diagnostisches Material getroffen wurde.
Wichtig bei interstitiellen Prozessen eine präoperative Festlegung der
Entnahmestelle. Für Gefrierschnittuntersuchung empfehlen wir Rezept von
Langston (PBS mit 30% Sucrose, 1:1 mit OCT gemischt, und lauwarm mit Spritze
injiziert), ergibt sehr gute Gewebsstruktur im Gefrierschnitt; Diagnose wird nach
Möglichkeit durchgegeben.
An weiterführenden Untersuchungen EM mit Glutaraldehyd-fixiertem Gewebe:
besonders für Elementanalysen, aber auch bei kindlichen Lungen für StrukturFunktionskorrelation. Weiters DNA- und RNA-Analysen, sowie Immunhistologie
mit speziell asserviertem Gewebe.
C) Lobektomie, Pneumonektomien
Bei Bedarf Gefrierschnittuntersuchung; Fixation des restlichen Präparats über
Bronchialsystem mit Formalin unter physiologischem Druck; Weiterverarbeitung
am nächsten Tag; bei neoplastischen Prozessen Schnittechnik nach bisheriger
Gewohnheit. Pro Tumorschnittfläche (0,5-0,8 cm dick) je 2 Blöcke. LN entweder
in Gruppen trennen und einbetten, oder wenn bereits via Gefrierschnitt benannt
eingelangt, entspechend aufarbeiten. LN immer zur Gänze verarbeiten. Im
Gefrierschnitt unbedingt RR und LN untersuchen. Makroskopisch auffällige
Bezirke hist. untersuchen; immer 1-3 Parenchymproben pro Lungenlappen und 12 Bronchialschleimhautproben von größeren Bronchien; je nach Lokalisation des
Tumors 1-5 Pleuraproben.
Bei nichtneoplastischen Prozessen: Kleine Probe für mikrobiologische
Untersuchungen; Perfusionsfixation mit Formol 2-20 Stunden (bei alveolären
Prozessen eventuell via Pulmonalarterien - es bleibt dadurch Exsudat besser
erhalten); Schnittführung richtet sich nach der radiologischen Untersuchung:
sagittal bei Korrelation mit Röntgen, horizontal bei Korrelation mit HRCT. Pro
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Scheibe 4-8 Proben mit Vermerk der Segmente, bzw. bronchovasculär oder
alveolär, LN können gepoolt werden. Bei Zerfallshöhlen immer Inhalt einbetten.
Gefrierschnitt mit OCT / PBS / Sucrose-Injektion, tentative Diagnose, wenn
möglich.
D) Gefrierschnitt:
Grundsätzlich keine Kontraindikation. Auch Tuberkulose kann im Gefrierschnitt
untersucht werden. Wichtig ist es, die MTA auf die Möglichkeit einer TBC (Makro)
hinzuweisen, dann sind weder Kontamination des Arbeitsplatzes noch Infektion
des Personals zu befürchten. Wichtig ist Gefrierschnittdiagnose des RR und der
LN bei Tumoren, bei entzündlichen Prozessen die Bestätigung einer adäquaten
Probenentnahme. Durch Gefrierschnittdiagnose wird auch nachfolgende
Schnittführung vorbestimmt, z.B. zusätzliche Schnitte tangential zur Pleura bei
peribronchiolären und perivasculären Prozessen.
E) Pneumokoniosen:
Wie sonstige entzündliche Lungenerkrankungen behandeln. Ein Unterschied
besteht aber in der ILO-Klassifikation, die sich aus Makroskopie (Knotengröße,
Zahl, Konfluenz, Fibrose, Emphysem, etc.) und aus Histologie (Identifikation des
auslösenden Agens, TBC, etc.) ergibt. ILO-Klassifikation zumindest aus
Segment-, besser aus Lobektomiepräparaten angegeben. Elementanalyse ist
jenen Fällen vorbehalten, wo mit lichtoptischen Methoden das auslösende Agens
nicht eindeutig bestimmbar (z.B. Hartmetallunge, Kunststoffaser-Pneumonie,
Keramikfaserlunge,
etc.);
bei
klassischen
Pneumokoniosen
Silikose/Anthrakosilikose, und Asbestose erfolgt qualitative Diagnose mit
lichtoptischen Methoden, Elementanalyse bringt bestenfalls Ergänzung. In
einzelnen Fällen ist auch ergänzende Untersuchung aus Blut oder Lavage
erforderlich
(z.B.
Lymphozytenstimulationstests
bei
Berylliose
oder
Isozyanatlunge, etc.). Erforderlich ist Elementanalyse in Streitfällen, wenn z.B. bei
Glasfaser- oder Keramik-Pneumokoniose Nachweis erbracht werden muss, dass
das Material tatsächlich aus dem in Frage kommenden Betrieb stammt. Hier
kommt es auf den Nachweis von Begleitmaterialien an.
Für Gutachten aus allen Segmenten 3-10 Blöcke einbetten und untersuchen.
Wenn Technik der Papiergroßschnitte durchgeführt werden kann, kann die Zahl
der Proben für die Histologie reduziert werden (vor allem bei Silikosen und
Silikatosen).
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F) Pleura
Je nach Größe und klin. Fragestellung 2-5 Blöcke einbetten. Bei Tumoren
Vorgangsweise analog zu den Lungentumoren. Bei Bedarf Entnahme von
glutaraldehydfixierten Proben für Elementanalyse.
ZYTOLOGIE
A) BAL
Zentrifugieren, 8-10 Ausstriche, färben nach Gewohnheit, zumindest zwei
verschiedene Färbungen. Nachweis von Bakterien, Pilzen mittels Gram, ZN /
Auramin-Rhodamin, Grocott. Immuntypisierung (nur bei lymphozytärer Alveolitis,
wenn keine wesentliche Blutbeimengung) mittels Durchflusszytometrie oder
Immunzytologie auf CD3, CD4, CD8, CD20 (CD19), CD56; bei Bedarf CD57,
CD45, CD45RO / RA, CD11a, CD1a. EM-Analysen auf Fremdmaterial bei Bedarf.
Bewährt hat sich die Asbestkörperchenbestimmung im BAL-Sediment. Die
Auszählung ist nicht so gut wie Quantifizierung in Gewebskaltveraschung, gibt
aber doch relative Aussage über Expositionsmenge und kann gutachterlich
verwertet werden.
BAL-Flüssigkeit
für
Mediatoranalysen
tieffrieren
(Durchführung
auf
Klinikanforderung). Hier ist in Zukunft mit einem klinischen Bedarf zu rechnen.
Folgende Nachweise auf Basis eines ELISA-Assays sind derzeit etabliert:
Interleukine (bes. IL-2Rezeptor), Prostaglandine (bes. bei Asthma), PDGF bei
Fibrose.
B) Bürste, Feinnadelpunktionszytologie
Fixiert oder unfixiert, alle eingelangten Ausstriche mit PAP und Methylenblau
(Giemsa, May-Grünwald-Giemsa, AzurII-Giemsa, etc.) gefärbt; bei Bedarf
Immunzytologie (s.u.).
C) Ergusszytologie
Fixiert oder unfixiert, 4-6 Ausstriche anfertigen und mit PAP und Methylenblau
(Giemsa, May-Grünwald-Giemsa, AzurII-Giemsa, etc.) färben. Reserveausstriche
asservieren; bei Bedarf Immunzytologie (s.u.).
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FÄRBUNGEN
A) Standardfärbungen und Sonderfärbungen
HE, PAS, Alcianblau, EvG oder Movat, Kongorot;
Keime: Gram, ZN oder Auramin-Rhodamin, Fite, PAS, Versilberungen (am
besten Grocott);
B) Immunhistochemie
CK, Vim, neuroendokrine Marker (CGA, Synaptophysin, NCAM statt NSE,
Immunglobuline und Komplement (C5-9), Erregerdiagnostik eventuell mittels
Antikörpern, übliche Lymphomimmunhistochemie; weitere Marker bei Bedarf oder
auf Anforderung wie Hormone, Peptide und biogene Amine, CK-Komponenten,
CD1a, S-100, mesenchymale Differenzierungsmarker (Des, SMA, F VIII oder
CD34, etc.).
C) Molekularbiologische Methoden
In situ Hybridisierung auf CMV, EBV, Adenoviren, RSV, HSV I u. II, HPV,
Chlamydien. PCR auf Mycobakterien (auch atypische), ev. auch EBV.
D) EM-Einsatz
Bei Bedarf bei
Pneumokoniosen.
Ciliendyskinesiesyndrom
und
Elementanalysen
bei
REFERENZZENTREN
Einer Empfehlung des Vorstandes der ÖGP entsprechend wird auf die konkrete
Nennung von Referenzzentren in Österreich verzichtet. Es steht jedem Pathologen
frei, sich seine Referenzstelle selbst auszusuchen und seine Problemfälle dorthin zu
senden ( in Österreich oder im Ausland). Als Referenz- und Konsultationszentren
bieten sich an:
Für Tumoren:
Travis (AFIP, Washington D.C.), Colley (Mayoklinik)
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Für interstitielle entzündliche Lungenerkrankungen:
Colby (Mayoklinik), Scottdale und Corrin (London)
Für Transplantationsfälle:
Yousem (Pittsburgh)
Pädiatrische Pulmopathologie:
Langston (Houston)
Pneumokoniosen:
Churg (Vancouver), Roggli (Durham)
Pleuratumoren:
Gallateau-Salle (Caen), Henderson (BedfordPark)
LITERATUR
AFIP – Atlas of Tumor Pathology: Tumors of the Lower Respiratory Tract
Th. Colby, M. Koss, W. Travis, 1995
WHO: Histological Typing of Lung and Pleural Tumours
W.Travis, T. Colby, B. Corvin, Y. Shimosato, E. Brombillo, 1999
Katzenstein and Askin´s Surgical Pathology of Non-Neoplastic Lung Disease
A.-L. A. Katzenstein, W.B. Saunders Company 1997
Pulmonary Pathology,
D. H. Dail, S. P. Hammar, Springer 1994
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