Julia Große Ahlert Vergleich der Monitoringverfahren in der
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MONITORINGVERFAHREN IN DER JUNGSAUENAUFZUCHT VVB LAUFERSWEILER VERLAG STAUFENBERGRING 15 D-35396 GIESSEN Tel: 0641-5599888 Fax: -5599890 [email protected] www.doktorverlag.de ISBN: 978-3-8359-6412-9 9 7 8 3 8 3 5 Vergleich der Monitoringverfahren in der Jungsauenaufzucht verschiedener Zuchtunternehmen am Beispiel von Betrieben mit SPF-Status und konventionellem Gesundheitsstatus JULIA GROßE AHLERT édition scientifique VVB LAUFERSWEILER VERLAG Julia Große Ahlert 9 6 4 1 2 9 édition scientifique VVB VVB LAUFERSWEILER VERLAG Das Werk ist in allen seinen Teilen urheberrechtlich geschützt. Die rechtliche Verantwortung für den gesamten Inhalt dieses Buches liegt ausschließlich bei den Autoren dieses Werkes. Jede Verwertung ist ohne schriftliche Zustimmung der Autoren oder des Verlages unzulässig. Das gilt insbesondere für Vervielfältigungen, Übersetzungen, Mikroverfilmungen und die Einspeicherung in und Verarbeitung durch elektronische Systeme. 1. Auflage 2016 All rights reserved. No part of this publication may be reproduced, stored in a retrieval system, or transmitted, in any form or by any means, electronic, mechanical, photocopying, recording, or otherwise, without the prior written permission of the Authors or the Publisher. 1st Edition 2016 © 2016 by VVB LAUFERSWEILER VERLAG, Giessen Printed in Germany édition scientifique VVB LAUFERSWEILER VERLAG STAUFENBERGRING 15, D-35396 GIESSEN Tel: 0641-5599888 Fax: 0641-5599890 email: [email protected] www.doktorverlag.de Tierärztliche Hochschule Hannover Vergleich der Monitoringverfahren in der Jungsauenaufzucht verschiedener Zuchtunternehmen am Beispiel von Betrieben mit SPFStatus und konventionellem Gesundheitsstatus INAUGURAL – DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae ( Dr. med. vet. ) vorgelegt von Julia Große Ahlert geb. Ewers Coesfeld Hannover 2016 Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. Nicole Kemper Institut für Tierhygiene, Tierschutz und Nutztierethologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover 1. Gutachterin: Prof. Dr. Nicole Kemper 2. Gutachter: Prof. Dr. Horst R. Brandt Institut für Tierzucht und Haustiergenetik, Justus-Liebig-Universität Gießen Tag der mündlichen Prüfung: 11.03.2016 Für meine kleine und große Familie Inhaltsverzeichnis Abbildungsverzeichnis ........................................................................................................ IV Tabellenverzeichnis ............................................................................................................... V Abkürzungsverzeichnis....................................................................................................... VII 1. Einleitung ...........................................................................................................................1 2. Literatur..............................................................................................................................3 2.1 Begriffsbestimmung „spezifisch pathogenfrei“ ..............................................................3 2.2 Historie des Begriffs SPF in der Schweinehaltung .........................................................3 2.3 Spezifische Pathogene ...................................................................................................7 2.3.1 Bakterien ................................................................................................................7 2.3.2 Viren .................................................................................................................... 22 2.3.3 Parasiten ............................................................................................................... 25 3. Material und Methode....................................................................................................... 28 3.1 Auswahl der Betriebe .................................................................................................. 28 3.2 Betriebsbeschreibung .................................................................................................. 29 3.2.1 BHZP ................................................................................................................... 29 3.2.2 DanAvl ................................................................................................................. 31 3.2.3 Hypor ................................................................................................................... 33 3.2.4 PIC ....................................................................................................................... 34 3.2.5 Topigs .................................................................................................................. 37 3.3 Probenanzahl und Probenhäufigkeiten ......................................................................... 40 3.3.1 Probenanzahl und Probenhäufigkeiten in SPF-Betrieben ....................................... 40 3.3.2 Probenanzahl und Probenhäufigkeiten in nicht SPF-Betrieben .............................. 47 3.4 Erregernachweise und Testsicherheit ........................................................................... 51 3.4.1 Actinobacillus pleuropneumoniae ......................................................................... 51 3.4.2 Brachyspira hyodysenterieae ................................................................................ 53 3.4.3 Lawsonia intracellularis ....................................................................................... 54 3.4.4 Mycoplasma hyopneumoniae ................................................................................ 54 3.4.5 Toxinbildende Pasteurella multocida .................................................................... 55 3.4.6 Salmonella spp...................................................................................................... 56 I 3.4.7 Porcines Respiratorisches und Reproduktives Syndrom Virus ............................... 56 3.4.8 Sarcoptes scabiei var suis ..................................................................................... 58 4. Ergebnisse ........................................................................................................................ 59 4.1 Umsetzung des Begriffs „spezifisch pathogenfrei“ in den ausgewählten Unternehmen 59 4.1.1 BHZP ................................................................................................................... 59 4.1.2 DanAvl ................................................................................................................. 60 4.1.3 Hypor ................................................................................................................... 61 4.1.4 PIC ....................................................................................................................... 62 4.1.5 Topigs .................................................................................................................. 64 4.2 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit in den SPF-Betrieben .................... 65 4.2.1 Actinobacillus pleuropneumoniae ......................................................................... 65 4.2.2 Brachyspira hyodysenteriae .................................................................................. 67 4.2.3 Lawsonia intracellularis ....................................................................................... 68 4.2.4 Mycoplasma hyopneumoniae ................................................................................ 69 4.2.5 Toxinbildende Pasteurella multocida .................................................................... 70 4.2.6 Salmonella spp...................................................................................................... 72 4.2.7 Porcines Respiratorisches und Reproduktives Syndrom Virus ............................... 73 4.2.8 Sarcoptes scabiei var suis ..................................................................................... 76 4.3 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit in den nicht SPF-Betrieben ............ 77 4.3.1 Actinobacillus pleuropneumoniae ......................................................................... 77 4.3.2 Brachyspira hyodysenteriae .................................................................................. 78 4.3.3 Lawsonia intracellularis ....................................................................................... 78 4.3.4 Mycoplasma hyopneumoniae ................................................................................ 79 4.3.5 Toxinbildende Pasteurella multocida .................................................................... 79 4.3.6 Salmonella spp...................................................................................................... 80 4.3.7 Porcines Respiratorisches und Reproduktives Syndrom Virus ............................... 81 4.3.8 Sarcoptes scabiei var suis ..................................................................................... 81 4.4 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit zwischen SPF und nicht SPFBetrieben..................................................................................................................... 82 4.4.1 Actinobacillus pleuropneumoniae ......................................................................... 82 4.4.2 Brachyspira hyodysenteriae .................................................................................. 83 II 4.4.3 Lawsonia intracellularis ....................................................................................... 84 4.4.4 Mycoplasma hyopneumoniae ................................................................................ 85 4.4.5 Toxinbildende Pasteurella multocida .................................................................... 86 4.4.6 Salmonella spp...................................................................................................... 86 4.4.7 Porcines Respiratorisches und Reproduktives Syndrom Virus ............................... 88 4.4.8 Sarcoptes scabiei var suis ..................................................................................... 89 4.5 Vergleich der Testverfahren der verschiedenen Zuchtunternehmen ............................. 90 5. Diskussion ........................................................................................................................ 97 5.1 Auswahlbetriebe ......................................................................................................... 97 5.2 Externe Biosecurity ..................................................................................................... 97 5.3 Interne Biosecurity .................................................................................................... 100 5.4 Monitoring ................................................................................................................ 101 5.4.1 Actinobacillus pleuropneumoniae ....................................................................... 101 5.4.2 Brachyspira hyodysenteriae ................................................................................ 103 5.4.3 Lawsonia intracellularis ..................................................................................... 104 5.4.4 Mycoplasma hyopneumoniae .............................................................................. 105 5.4.5 Toxinbildende Pasteurella multocida .................................................................. 106 5.4.6 Salmonella spp.................................................................................................... 107 5.4.7 Porcines Respiratorisches und Reproduktives Syndrom Virus ............................. 108 5.4.8 Sarcoptes scabiei var suis ................................................................................... 110 5.5 Gesamtbetrachtung .................................................................................................... 111 6. Zusammenfassung .......................................................................................................... 114 7. Summary ........................................................................................................................ 118 8. Literaturverzeichnis ........................................................................................................ 121 9. Anhang ........................................................................................................................... 139 10. Danksagung .................................................................................................................. 147 III Abbildungsverzeichnis Abbildung 1: Ablauf der Gewinnung von SPF-Primärtieren bei Laboraufzucht (nach PLONAIT, 1997).........................................................................................5 Abbildung 2: Jungsauenmarkt in % Gesamtmarktanteil in Deutschland (nach NIGGEMEYER, 2012). .................................................................................. 29 Abbildung 3: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf A. pleuropneumoniae ohne Bezug auf die Anzahl der nachgewiesenen Serotypen.......... 66 Abbildung 4: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf B. hyodysenteriae. ........................................................................................... 68 Abbildung 5: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf M. hyopneumoniae. ......................................................................................... 69 Abbildung 6: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida. ............................................................................. 71 Abbildung 7: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf Salmonella spp.. .............................................................................................. 72 Abbildung 8: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf Antikörper gegen PRRSV................................................................................ 74 Abbildung 9: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf PRRSV Antigen. ............................................................................................. 75 Abbildung 10: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf S. scabiei var suis. ......................................................................................... 76 IV Tabellenverzeichnis Tabelle 1: Einteilung der BHZP-Betriebe in Gesundheitskategorien. .................................... 30 Tabelle 2: Einteilung der DanAvl-Betriebe in Gesundheitskategorien. .................................. 32 Tabelle 3: Einteilung der PIC-Betriebe in Gesundheitskategorien. ........................................ 35 Tabelle 4: Probenanzahl und Probenhäufigkeiten in SPF-Betrieben. ..................................... 41 Tabelle 5: Summe der Proben in einem Kalenderjahr in SPF-Betrieben. ............................... 45 Tabelle 6: Probenanzahl und Probenhäufigkeiten in nicht SPF-Betrieben. ............................ 48 Tabelle 7: Summe der Proben in einem Kalenderjahr in nicht SPF-Betrieben. ...................... 50 Tabelle 8: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf A. pleuropneumoniae. ..... 52 Tabelle 9: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf B. hyodysenteriae. .......... 53 Tabelle 10: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf L. intracellularis. .......... 54 Tabelle 11: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf M. hyopneumoniae. ...... 54 Tabelle 12: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida. ...................................................................................................... 55 Tabelle 13: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf Salmonella spp.. ........... 56 Tabelle 14: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf Antikörper gegen PRRSV. ............................................................................................................. 57 Tabelle 15: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf PRRSV Antigen. .......... 57 Tabelle 16: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf S. scabiei var suis. ........ 58 Tabelle 17: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf A. pleuropneumoniae in SPF-Betrieben. ................................................................................................... 66 Tabelle 18: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf B. hyodysenteriae in SPF-Betrieben. .. 67 Tabelle 19: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf L. intracellularis in SPF-Betrieben. .... 68 Tabelle 20: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf M. hyopneumoniae in SPF-Betrieben. 69 Tabelle 21: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida in SPF-Betrieben. ................................................................................................... 70 Tabelle 22: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf Salmonella spp. in SPF-Betrieben. ..... 72 Tabelle 23: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf PRRSV Antikörper und Antigen in SPF-Betrieben. ................................................................................................... 73 V Tabelle 24: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf S. scabiei var suis in SPF-Betrieben. .. 76 Tabelle 25: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf A. pleuropneumoniae in nicht SPF-Betrieben. ................................................................................................... 77 Tabelle 26: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf B. hyodysenteriae in nicht SPF-Betrieben. ................................................................................................... 78 Tabelle 27: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf L. intracellularis in nicht SPF-Betrieben. ................................................................................................... 79 Tabelle 28: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida in nicht SPF-Betrieben. ................................................................................................... 79 Tabelle 29: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf Salmonella spp. in nicht SPF-Betrieben. ................................................................................................... 80 Tabelle 30: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf PRRSV Antikörper und Antigen in nicht SPF-Betrieben. ...................................................................................... 81 Tabelle 31: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf S. scabiei var suis in nicht SPF-Betrieben. ................................................................................................... 82 Tabelle 32: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf A. pleuropneumoniae in SPF-Betrieben und nicht SPF-Betrieben. ............................................................ 82 Tabelle 33: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf B. hyodysenteriae in SPF-Betrieben und nicht SPF-Betrieben. ............................................................ 83 Tabelle 34: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf L. intracellularis in SPF-Betrieben und nicht SPF-Betrieben. ............................................................ 84 Tabelle 35: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf M. hyopneumoniae in SPF-Betrieben und nicht SPF-Betrieben. ............................................................ 85 Tabelle 36: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida in SPF-Betrieben und nicht SPF-Betrieben. ........................................................ 86 Tabelle 37: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf Salmonella spp. in SPF-Betrieben und nicht SPF-Betrieben. ............................................................ 87 Tabelle 38: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf PRRSV Antikörper und Antigen in SPF-Betrieben und nicht SPF-Betrieben. ........................................... 88 Tabelle 39: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf S. scabiei var suis in SPF-Betrieben und nicht SPF-Betrieben. ............................................................ 89 Tabelle 40: Übersicht der verwendeten Testverfahren für die verschiedenen Pathogene. ....... 91 VI Abkürzungsverzeichnis A. Actinobacillus Abb Abbildung AK Antikörper APP Actinobacillus pleuropneumoniae Apx Actinobacillus pleuropneumoniae Toxin B. Brachyspira BHZP Bundeshybrid Zuchtprogramm BP Blutprobe bzw. beziehungsweise °C Grad Celsius DTU Vet National Veterinary Institute, Technical University of Denmark eG eingetragene Genossenschaft ELISA Enzyme-linked Immunosorbent Assay et al. et alii GmbH Gesellschaft mit beschränkter Haftung GV-SOLAS Gesellschaft für Versuchstierkunde – Society for Laboratory Animal Science HEPA-Filter High-Efficiency Particulate Air Filter Immunhisto Immunhistologie IMPA Immunoperoxidase Monolayer Assay IVD Gesellschaft für Innovative Veterinärdiagnostik KBR Komplementbindungsreaktion KB-Station Künstliche-Besamungs-Station kDa Kilodalton km Kilometer KT Kottupfer KP Kotprobe L. Lawsonia LKW Lastkraftwagen LPS Lipopolysaccharide VII m Meter M. Hyo Mycoplasma hyopneumoniae mind. mindestens NAD Nikotinsäureamid-Adenin-Dinukleotid NT Nasentupfer OMP Outer Membrane Protein P. Pasteurella PCR Polymerase Chain Reaktion pH-Wert potentia Hydrogenii-Wert PIC Pig Improvement Company PRDC Porcine Respiratory Disease Complex PRRSV Porcines Respiratorisches und Reproduktives Syndrom Virus qRT-PCR real-time Reverse Transkripase Polymerase Chain Reaktion RTX-Toxine Repeats in Toxin S. Sarcoptes Sal. Salmonella Ser. Serovar SGD Schweinegesundheitsdienst SIV Swine Influenza Virus SPF spezifisch pathogenfrei spp. Spezies subsp. Subspezies TM Trademark USA United States of America UV ultraviolett var Varietät Sonderzeichen ° % ® - Grad Prozent Warenzeichen Minus VIII 1. Einleitung 1. Einleitung Zum 01. April 2014 ist das 16. Gesetz zur Änderung des Arzneimittelgesetzes in Kraft getreten. Hierbei stellt die Einrichtung der staatlichen Tierarzneimittel-Datenbank zum 01. Juli 2014 eine wichtige Umsetzung der 16. Novelle des Arzeimittelgesetzes dar. Die Ziele der Novellierung sind unter Anderem die Reduzierung des Einsatzes von Antibiotika in der Tierhaltung und die Verbesserung des Umgangs und des Einsatzes von Antibiotika bei Erkrankungen der Tiere. Weiterhin soll das Risiko zur Entstehung und Ausbreitung von antibiotikaresistenten Keimen reduziert werden. Seit der Einführung des Antibiotika-Minimierungskonzeptes und dem Start der staatlichen Tierarzneimittel-Datenbank hat sich das Bewusstsein für die Bedeutung der Gesunderhaltung von Schweinebeständen nochmals erheblich gesteigert. Dabei spielt der Tierzukauf für die Gesunderhaltung von Schweinebeständen eine übergeordnete Rolle. So ist es gerade im Bereich der Sauenhaltung unabdingbar, den Gesundheitsstatus der zugekauften Jungsauen zu kennen, damit das sensible Gleichgewicht der Erregersituation im Sauenbestand aufrechterhalten wird. Beim Jungsauenzukauf ist deshalb sowohl die Erregersituation im Bestand als auch der definierte Gesundheitsstatus des Auslieferungsbetriebes von Bedeutung. Jungsauen unterschiedlicher genetischer und betrieblicher Herkunft werden den landwirtschaftlichen Betrieben zum Kauf angeboten. Dabei bestehen große Unterschiede im Gesundheitsstatus von Jungsauen sowohl zwischen unterschiedlichen genetischen Herkünften als auch innerhalb eines Zuchtunternehmens. Der Begriff „spezifisch pathogenfrei“, abgekürzt SPF, wird im englischsprachigen Raum mit „specific pathogen free“ oder „specified pathogen free“ angegeben. Per definitionem sind SPF-Tiere frei von bestimmten Bakterien, Viren, Parasiten und/oder Pilzen (AUSSCHUSS FÜR HYGIENE DER GV-SOLAS, 2013). Eine Nennung der gesamten Keimflora der SPFTiere liegt nicht vor, es werden lediglich die Erreger benannt, die mit den eingesetzten Untersuchungsmethoden in einer Population nicht nachgewiesen werden (AUSSCHUSS FÜR HYGIENE DER GV-SOLAS, 2013). Die negativen Befunde, aber auch die Erreger, die nachgewiesen werden, werden in einem Gesundheitszeugnis aufgeführt (AUSSCHUSS FÜR HYGIENE DER GV-SOLAS, 2013). Das Ziel dieser Arbeit ist die detaillierte Analyse und Bewertung des von den modernen Schweinezuchtunternehmen häufig verwendeten Begriffs „SPF“ in Theorie und Praxis. Die 1 1. Einleitung Theorie umfasst dabei die Analyse der SPF-Definitionen der wichtigsten Schweinezuchtunternehmen in Deutschland. Im darauffolgenden praktischen Ansatz werden anhand ausgewählter Jungsauenaufzuchtbetriebe die praktische Auslegung und die Konsequenzen des Begriffs SPF für die verschiedenen Zuchtorganisationen dargestellt. Es erfolgt ein Vergleich der Monitoringprogramme in ausgewählten Jungsauenaufzuchtbetrieben. Pro Zuchtorganisation wird je ein Betrieb mit hohem Gesundheitsstatus in die Untersuchung miteinbezogen. Weiterhin wird für zwei Zuchtunternehmen je ein Jungsauenaufzuchtbetrieb mit konventionellem Gesundheitsstatus in die Untersuchung eingeschlossen, um Unterschiede zwischen konventionellen und spezifisch pathogenfreien Jungsauenaufzuchtbetrieben innerhalb eines Zuchtunternehmens darzustellen. Für die Einzelbetriebe werden die Probenhäufigkeit, der Probenumfang und die Testverfahren für die einzelnen erfassten pathogenen Erreger beim Schwein verglichen. Die Auswahl der Zuchtorganisationen erfolgt in Abhängigkeit ihres prozentualen Anteils am Jungsauenmarkt in Deutschland, um eine repräsentative Übersicht mit hoher Praxisrelevanz zu erlangen. 2 2. Literatur 2. Literatur Der nachfolgende Teil der Arbeit liefert die Bestimmung des Begriffs „spezifisch pathogenfrei“ sowie einen historischen Überblick des Begriffs in der Schweinehaltung. Desweiteren erfolgt eine Beschreibung ausgewählter schweinepathogener Erreger. 2.1 Begriffsbestimmung „spezifisch pathogenfrei“ Die Abkürzung „SPF“ steht im Deutschen für „spezifisch pathogenfrei“ und wird im Englischen mit „specific pathogen free“ oder „specified pathogen free“ angegeben (AUSSCHUSS FÜR HYGIENE DER GV-SOLAS, 2013). SPF-Tiere sind frei von einzelnen Bakterien, Viren, Parasiten und/oder Pilzen (AUSSCHUSS FÜR HYGIENE DER GVSOLAS, 2013). Aus dem Begriff lässt sich keine vollkommene Definition der Keimflora von SPF-Tieren ableiten (AUSSCHUSS FÜR HYGIENE DER GV-SOLAS, 2013). Es werden lediglich die Erreger benannt, die mit den eingesetzten Untersuchungsmethoden in einer Population nicht nachgewiesen werden (AUSSCHUSS FÜR HYGIENE DER GV-SOLAS, 2013). Die positiven und negativen Untersuchungsbefunde werden in einem Gesundheitszeugnis aufgeführt (AUSSCHUSS FÜR HYGIENE DER GV-SOLAS, 2013). 2.2 Historie des Begriffs SPF in der Schweinehaltung Im Allgemeinen basieren Sanierungsverfahren auf der Unterbrechung der Infektionsketten zum Beispiel von der Sau auf die Ferkel. Sanierungsverfahren wurden mit dem sogenannten Riemser Hüttenverfahren bereits zur Zeit der 1930er Jahre entwickelt (WALDMANN, 1934). Dieses Verfahren beruhte auf der Annahme, dass die Einschleppung der Ferkelgrippe durch latent infizierte Jungsauen und Jungeber erfolgt. Die Nachzucht erfolgte nur mit klinisch gesunden Altsauen, die in isoliert stehenden Strohhütten abferkeln. Die Ferkel verblieben die ersten vier Monate in den Hütten, die einen Mindestabstand von 1,5 m voneinander haben. Die Ferkel bildeten die Grundlage für die Neubestockung von Beständen (WALDMANN, 1934). Bei der „Sterilgeburt nach Bolz“, entwickelt im Jahre 1963, wurden die Ferkel auf natürlichem Weg geboren und bei der Geburt in sterilen Behältern aufgefangen. Im Anschluss erfolgte eine isolierte Aufzucht der Ferkel (BOLZ, 1963). Die Kosteneinsparung stand dabei 3 2.2 Historie des Begriffs SPF in der Schweinehaltung einem deutlich erhöhten Infektionsrisiko mit Gefährdung des Sanierungserfolgs gegenüber (PLONAIT, 1997). Das „medicated early weaning“ (mediziniertes Frühabsetzen), erstmals erwähnt im Jahre 1980, beschreibt die Sanierung auf der Basis des Einsatzes von Chemotherapeutika bei Sauen im Zeitraum vom fünften Tag vor bis zum fünften Tag nach der Geburt (ALEXANDER et al, 1980). Die Ferkel werden bis zum zehnten Lebenstag ebenfalls einer Chemotherapie unterzogen und am fünften Lebenstag abgesetzt. Weitere Grundbausteine des Verfahrens sind die räumliche Trennung von Abferkelung, Aufzucht und Mast (ALEXANDER et al, 1980). Der Sanierungserfolg des „medicated early weaning“ entspricht dem des SPF-Verfahrens mit deutlich weniger Aufwand (PLONAIT, 1997). Die Basis für das SPF-Verfahren legten YOUNG und UNDERDAHL (1953) mit ihren Versuchen zur Bereitstellung weitestgehend erregerfreier Versuchstiere. Auf der Grundlage dieser Versuche wurde später das SPF-Verfahren entwickelt, welches auch als „Nebraska Specific-Pathogen-Free Swine Programm“ bezeichnet wird (PLONAIT, 1963). Das SPF-Verfahren ist ursprünglich zur Tilgung der enzootischen Pneumonie und der infektiösen atrophischen Rhinitis entwickelt worden. Es ist jedoch im Laufe der Zeit auch auf die Sanierung anderer schweinespezifischer Erreger ausgeweitet worden (POND et al., 1961; SATTLER et al., 1978). Für das ursprüngliche SPF-Verfahren wird bei Sauen zwei bis sechs Tage vor dem errechneten Abferkeltermin eine Hysterektomie durchgeführt. Die Ferkel werden in warmen Isolierboxen aus dem Uterus befreit und erstversorgt. Die Muttersau wird geschlachtet (YOUNG et al., 1955). Bei dem Verfahren verbringen die Ferkel die erste Lebenswoche in warmen Metallboxen, sie sind während dieser Zeit isoliert von ihren Artgenossen. In den folgenden zwei bis vier Lebenswochen wachsen die Ferkel in Gruppen von sechs bis zwölf Ferkeln in größeren Isolierbehältern heran (PLONAIT, 1963; UNDERDAHL und YOUNG, 1957; YOUNG und UNDERDAHL, 1953). Um Infektionen über die Raumluft zu unterbinden, sind diese Isolierbehälter mit Zuluftfiltern ausgestattet (UNDERDAHL und YOUNG, 1957). Die kolostrumfrei aufgezogenen Ferkel werden als Primärtiere bezeichnet. Ihre Nachkommen sind sekundäre SPF-Schweine. Sie werden häufig zum Neuaufbau eines Zuchtbestandes nach 4 2. Literatur Räumung und Desinfektion herangezogen (PLONAIT, 1997). Den schematischen Ablauf des SPF-Verfahrens zeigt Abbildung 1. Abbildung 1: Ablauf der Gewinnung von SPF-Primärtieren bei Laboraufzucht (nach PLONAIT, 1997). Es wird angenommen, dass die Ferkel bis zur Geburt, geschützt im Uterus und umgeben von Eihäuten, frei von bakteriellen und parasitären Krankheiten aus dem Bestand sind. Werden die Ferkel durch Hysterektomie gewonnen und dann isoliert aufgezogen, ist es möglich mit diesen Tieren neue Bestände aufzubauen, die frei von wichtigen Infektionserregern sind. Wird durch regelmäßige Untersuchungen das Freisein des Bestandes von bestimmten Erregern ermittelt, so gelten die Tiere diese Bestandes als SPF (PLONAIT, 1997). Zur Steigerung der Effektivität in der Schweineproduktion der Deutschen Demokratischen Republik wurde das SPF-Verfahren dort 1971 eingeführt (SATTLER et al. 1978). Das SPFSchwein wurde hierfür definiert als frei von klinischen, pathologisch-anatomischen und 5 2.2 Historie des Begriffs SPF in der Schweinehaltung röntgenologischen Veränderungen der Enzootischen Pneumonie und der infektiösen Rhinitis atrophicans (SATTLER et al. 1978). Der Nachweis von schweinepathogenen Mykoplasmen und Hämophilus species (spp.) sowie deren Antikörper war nicht erlaubt (SATTLER et al 1978). Weiterhin mussten die Tiere klinisch und pathologisch-anatomisch frei von Pneumonien und Rhinitis durch Bordetella bronchiseptica und Pasteurella multocida sein (SATTLER et al. 1978). Der Nachweis des Erregers ohne klinische Ausprägung wurde akzeptiert. Es durften weder die Erreger der Schweinedysenterie und Schweinebrucellose noch die Maul- und Klauenseuche, Aujeszky`sche Krankheit, Schweinepest, Transmissible Gastroenteritis, Vesikuläre Schweineseuche, Leptospirose, Tuberkulose, Salmonella cholerae suis, Läuse und Räudemilben auftreten (SATTLER et al. 1978). Die erfolgreiche Einführung des SPF-Programms, also das Fehlen einzelner Pathogene im Schweinebestand, fand ab 1971 auch in Dänemark, England und der Schweiz statt (PFÜTZNER und BLAHA, 1995; HVIDT-NIELSEN, 2014). Jedoch zeigten sich hier Reinfektionsraten von 5 bis 10 % bei Mycoplasma hyopneumoniae freien Beständen (PFÜTZNER & BLAHA, 1995). In Deutschland hingegen fanden sich anfangs auch Gegner des SPF-Verfahrens. Gründe für die Ablehnung des Verfahrens waren vornehmlich die hohen Kosten und der hohe Arbeitsaufwand. Zusätzlich wurde die Meinung vertreten, dass das SPF-Programm völlig ungeeignet für die deutschen Schweinebetriebe sei (ARBEITSGEMEINSCHAFT DEUTSCHER SCHWEINEZÜCHTER, 1964). Die Gesunderhaltung von Betrieben in dicht besiedelten Gebieten erschien nicht möglich und in keinem Verhältnis zu der finanziellen Belastung der Betriebe zu stehen (ARBEITSGEMEINSCHAFT DEUTSCHER SCHWEINEZÜCHTER, 1964). Als sehr kostenintensiv wurde hauptsächlich die kolostrumfreie Aufzucht der Ferkel angesehen. Sie ist für die Gewinnung von Primärtieren innerhalb des SPF-Verfahrens allerdings unerlässlich, da die Isolation der Ferkel dem Schutz vor der Infektion sowohl durch das Muttertier als auch durch ubiquitäre Keime dient (PLONAIT, 1997). Im Gegensatz zu den hohen Kosten durch die Laboraufzucht der Primärtiere besteht der große Vorteil des SPF-Verfahrens darin, dass das genetische Potential in Zuchtbeständen erhalten bleibt und gleichzeitig wichtige Infektionserreger getilgt werden können. 6 2. Literatur 2.3 Spezifische Pathogene Bei denen im nachfolgenden Teil beschriebenen Pathogenen handelt es sich um Erreger, die für bedeutsame Schweinekrankheiten verantwortlich sind. Sie werden getrennt nach Bakterien, Viren und Parasiten beschrieben. 2.3.1 Bakterien Für diese Arbeit von besonderer Bedeutung sind Actinobacillus pleuropneumoniae, Brachyspira hyodysenteriae, Lawsonia intracellularis, Mycoplasma hyopneumoniae, toxinbildende Pasteurella multocida und Salmonella spp.. Die Erreger werden unabhängig ihrer klinischen Relevanz alphabetisch sortiert aufgeführt. 2.3.1.1 Actinobacillus pleuropneumoniae Actinobacillus pleuropneumoniae (APP) ist ein kleines kokkoides, Gram-negatives Bakterium und der Verursacher der Aktinobazillus-Pleuropneumonie (GOTTSCHALK, 2012). Ursprünglich wurde das Bakterium unter dem Namen Haemophilus pleuropneumoniae geführt und konnte zu Beginn der 1960er Jahre in Großbritannien aus Lungen isoliert werden (SHOPE, 1964; KILIAN et al., 1978). APP ist weltweit von Bedeutung, gehört zu den wichtigsten bakteriellen Erregern bei Schweinen und ist ein Bestandteil des porcine respiratory diesease complex (PRDC) (GOTTSCHALK, 2012). Die APP-Isolate werden eingeteilt in den NAD-abhängigen Biotyp I und den Biotyp II, der NAD unabhängig ist (POHL et al, 1983). Insgesamt werden 15 Serotypen unterschieden. Zum Biotyp I gehören Serotyp 1 bis 12 und 15 und zum Biotyp II gehören Serotyp 13 und 14 (KILIAN et al., 1978; FODOR et al., 1989; NIELSEN et al., 1997; BLACKALL et al. 2002). Weiterhin erfolgt eine Unterteilung der Serotypen 1 und 5 in die Untergruppen 1a und 1b sowie 5a und 5 b (JOLIE et al., 1994; PERRY, 1990). Die Serotypisierung erfolgt anhand von Kapselpolysacchariden und Zellwandpolysacchariden (HAESEBROUCK et al., 1997). Kreuzreaktionen zwischen den Serotypen 1, 9, 11 sowie Serotypen 3, 6, 8 und Serotypen 4 und 7 sind beschrieben (JOLIE et al., 1994; PERRY, 1990). Weiterhin konnten Kreuzreaktionen zwischen den Serotypen 3, 8 und 15 dargestellt werden (GOTTSCHALK et al., 2010). Die geographische Verteilung der Serotypen ist sehr verschieden (HEINRITZI, 7 2.3 Spezifische Pathogene 2006a). In Nordamerika sind Ausbrüche durch die Serotypen 1 und 5 häufig, wohingegen in Europa der Serotyp 2 dominiert (GOTTSCHALK, 2012). Die verschiedenen Serotypen sind unterschiedlich virulent. Als hochvirulent werden die Serotypen 1, 5, 9, 10, 11 angesprochen (HEINRITZI, 2006a). Die Variabilität in der Virulenz reicht von hochvirulent über intermediär bis hin zu avirulent (GOTTSCHALK, 2012). Ungeschützt in der Umgebung ist die Tenazität des Bakteriums gering und der Erreger ist mit den gängigen Desinfektionsmitteln zu bekämpfen (FENWICK und HENRY, 1994). APP produziert als Exotoxine die RTX-Toxine ApxI, ApxII und ApxIII, die haemolytische und zytolytische Wirkung zeigen (FREY et al., 1993). Die Apx Toxine werden von den verschiedenen Serotypen unterschiedlich stark gebildet, wobei ApxII mit Ausnahme von Serotyp 10 von allen Serotypen gebildet wird (NIELSEN et al., 2000). SCHALLER et al. (1999) konnten ein weiteres RTX-Toxin, ApxIV, nachweisen, das ausschließlich in vivo gebildet wird. ApxIV wird unabhängig über alle Serotypen hinweg produziert (SCHALLER et al. 1999). Der Erreger kann sich in die Tonsillen, die Nasenhöhle und in chronische Lungenherde zurückziehen und dort verweilen (SIDIBÉ et al., 1993). Dies geschieht bei subklinischen Trägertieren, die den Erreger nach überstandener Infektion mit sich tragen und verbreiten können (MøLLER et al., 1993; SIDIBÉ et al., 1993). Subklinische Trägertiere existieren sowohl bei hoch-, als auch bei schwachvirulenten Serotypen (GOTTSCHALK, 2012). Der Zukauf von infizierten Trägertieren ist eine Möglichkeit der Einschleppung von APP in einen Bestand (SIDIBÉ et al., 1993). Möglich ist hingegen auch die Übertragung über unbelebte Vektoren wie zum Beispiel Schaufeln oder Treibhilfen (ZIMMERMANN und PLONAIT, 2004), jedoch ist die Verbreitung von APP über Vögel und kleine Nagetiere von untergeordneter Bedeutung (GOTTSCHALK, 2012). Für die Erregerübertragung im Bestand ist sowohl der Weg über die Luft (JOBERT et al., 2000; SAVOYE et al., 2000) als auch der direkte Übertragungsweg von Tier zu Tier möglich (GOTTSCHALK, 2012). Die Erkrankung kann Tiere aller Altersklassen betreffen, am häufigsten ist sie jedoch im Bereich von Mastschweinen zu finden und hier besonders bei Tieren in der Endmast (HEINRITZI, 2006a). Häufig tritt eine Erkrankung an APP nach einer Vorschädigung des Gewebes durch Infektion mit anderen Atemwegserregern auf, zum Beispiel der Infektion mit dem Porcinen Reproduktiven und Respiratorischen Syndrom Virus (PRRSV) (ZIMMER- 8 2. Literatur MANN und PLONAIT, 2004). Der Schweregrad der Erkrankung ist abhängig von der Abwehrlage der Tiere, der Virulenz der beteiligten Serotypen, dem Infektionsdruck und den Haltungsbedingungen (HEINRITZI, 2006a). Klinische Verlaufsformen reichen von perakutem Verenden der Tiere über akutes hohes Fieber bis hin zu einem subklinischen oder chronischen Verlauf mit Einbußen bei den Tageszunahmen (HEINRITZI, 2006a). Nach überstandener Infektion bilden sich im Zeitraum von zehn Tagen Antikörper aus, die für mehrere Monate nachweisbar bleiben (HAESBROUCK et al., 1997). Eine Möglichkeit APP nachzuweisen besteht in der Anzucht des Bakteriums auf der Basis von Lungen- und Tonsillenproben von perakut oder akut erkrankten und unbehandelten Tieren (GOTTSCHALK, 2012). Häufig führt die Verwendung von chronisch veränderten Lungenstücken zu falsch negativen Ergebnissen in der Bakteriologie (GOTTSCHALK, 2012). Die Serologie ist die meistgenutzte und kostengünstigste Methode zum Nachweis von APP (GOTTSCHALK, 2012). Serologische Untersuchungen können zum Nachweis der Infektion mit APP dienen, um zum Beispiel vor dem Transport von Tieren in APP freie Bestände die Immunitätslage im Verkaufsbetrieb zu analysieren (RYCROFT und GARSIDE, 2000). Probleme bereiten allerdings die häufig auftretenden Kreuzreaktionen zwischen verschiedenen Serotypen, die die Interpretation der Ergebnisse erschweren (GOTTSCHALK, 2012). NIELSEN et al. (2000) konnten zeigen, dass im indirekten ELISA die verschiedenen Serotypen sowohl mit ApxI, ApxII und ApxIII reagieren. Die höchsten Titer finden sich allerdings bei der Verwendung von ApxII als Antigen (NIELSEN et al., 2000). Bei der Auswertung solcher Tests ist zu beachten, dass auch andere Erreger wie zum Beispiel Actinobacillus suis oder Actinobacillus rossii ähnliche Toxine produzieren und damit zu Kreuzreaktionen führen können (FREY und NICOLET, 1991). Serologische Tests zum Nachweis von neutralisierenden Antikörpern sind nur bedingt geeignet zum Nachweis von subklinischen infizierten Trägertieren, da nicht alle Trägertiere Apx Toxin neutralisierenden Antikörper ausbilden (CHIERS et al., 2002a; COSTA et al., 2011). Als direkte molekularbiologische Erregernachweismethoden stehen sowohl serotypspezifische PCRs als auch multiplex PCRs für mehrere unterschiedliche Serotypen zur Verfügung (GOTTSCHALK, 2012). Die PCR-Verfahren sind dem der Anzucht in Bezug auf die Sensitivität deutlich überlegen, die Nachweisrate liegt etwa dreimal höher (SAVOYE et al., 9 2.3 Spezifische Pathogene 2000). Jedoch muss beachtet werden, dass in der PCR nicht zwischen lebenden und toten, nicht mehr vermehrungsfähigen Bakterien unterschieden werden kann. Die PCR ist eine sensitive Methode zur Identifikation von subklinischen Trägertieren (CHIERS et al., 2002b). Viele PCRs ermöglichen eine Speziesidentifikation, unterscheiden aber nicht zwischen den unterschiedlichen Serotypen (GOTTSCHALK, 2012; SAVOYE et al., 2000). Durch die Entwicklung von multiplex PCRs ist die Kombination von Erregernachweis und Serotypisierung einzelner Serotypen gelungen (ANGEN et al., 2008; ITO 2010). Das Ergebnis einer Serotypisierung mittels einer multiplex PCR liegt in weniger als vier Stunden vor (SCHUCHTER et al., 2004). 2.3.1.2 Brachyspira hyodysenteriae Brachyspira hyodysenteriae (B. hyodysenteriae) ist ein Gram-negatives, anaerobes Schrauben-bakterium, das sich auf die Besiedlung des Dickdarms spezialisiert hat, und ist der Erreger der Schweinedysenterie (HAMPSON, 2012). Das Genus der Brachyspiren beinhaltet sieben Spezies, wovon sechs Spezies das Schwein besiedeln können. Die beiden wichtigsten Vertreter sind B. hyodysenteriae und B. pilosicoli, der Erreger der porcinen colon spirochaetose (HAMPSON, 2012). Zu Beginn der 1970er Jahre konnte B. hyodysenteriae als Erreger der Dysenterie bestimmt werden, wurde damals aber noch unter seinem ursprünglichen Namen Treponema hyodysenteriae geführt (TAYLOR und ALEXANDER, 1971; HARRIS et al., 1972). In den 1990er Jahren wurde der Erreger dann der Gattung Serpula, anschließend der Gattung Serpulina zugeordnet (STANTON, 1992). Erst OCHIAI et al. (1997) ordneten das Bakterium schließlich der Gattung Brachyspira zu. Anhand von Lipooligosacchariden auf der Zellhülle werden die B. hyodysenteriae Isolate in Serogruppen und Serovare eingeteilt (HAMPSON, 2012). Die Kulturen von B. hyodysenteriae wachsen unter anaeroben Bedingungen bei 37-42° C nach etwa drei bis fünf Tagen als flacher Bakterienrasen, umgeben von einer stark ausgeprägten Zone beta-Hämolyse (HAMPSON, 2012). In Beständen, die mit B. hyodysenteriae befallen sind, wird der Erreger oft über die Aufnahme von infektiösem Kot verbreitet, besonders häufig ist dies der Fall bei kontinuier- 10 2. Literatur licher Belegung der Stallungen oder in Beständen mit geringer Biosicherheit (HAMPSON, 2012). B. hyodysenteriae kann im Kot bei null bis zehn Grad Celsius für 48 Tage und bei 25°C für sieben Tage überleben (CHIA und TAYLOR, 1978). Austrocknung und Desinfektionsmitteln gegenüber ist B. hyodysenteriae sehr empfindlich (CHIA und TAYLOR, 1978). Der Erreger kann etwa ein bis vier Tage vor Beginn der klinischen Erkrankung im Kot nachgewiesen werden (KINYON et al., 1977). B. hyodysenteriae kann sowohl in infizierten Schweinen persistieren als auch in Mäusen, Ratten oder der Umgebung (LA und HAMPSON, 2001). Die Dysenterie tritt häufig in Mastschweinebeständen auf, seltener bei Ferkeln in der Aufzucht (HAMPSON, 2012). Klinische Anzeichen der Dysenterie sind Mattigkeit, zunächst wässriger Durchfall gefolgt von schleimig-blutigem Durchfall (KINYON et al., 1977). Nach überstandener Erkrankung zeigen die Tiere verringerte Tageszunahmen und eine Verschlechterung der Futterverwertung (HAMPSON, 2012). Dysenterie ist eine Faktorenkrankheit, die durch Stress, Futtermittel, Gruppengröße und Alter der Tiere beeinflusst wird (JACOBSON et al., 2004a). FELLSTRÖM et al. (2001) wiesen nach, dass bei 13-16 Wochen alten Zuchttieren die Nachweisrate von B. hyodysenteriae mit 75 % sehr viel höher liegt als bei den adulten Tieren desselben Bestandes, bei denen nur 1 % der Tiere positiv getestet wurden. In endemisch betroffenen Beständen führt B. hyodysenteriae zu wiederkehrendem Durchfall, der in Zyklen von drei bis vier Wochen auftritt (HAMPSON, 2012). Zum Neueintrag in naive Herden kommt es vermehrt durch den Zukauf von subklinischen Trägertieren (FELLSTRÖM et al., 2001). Das Alles-Rein-Alles-Raus Verfahren mit anschließender Reinigung und Desinfektion kann die Ausbreitung des Erregers verhindern (HAMPSON, 2012). Die Infektion mit B. hyodysenteriae führt zu einer starken Immunantwort. Antikörper werden bei infizierten Tieren ab ein bis zwei Wochen nach der Infektion detektiert und bleiben bei Rekonvaleszenten bis 19 Wochen nach der Infektion nachweisbar (JOENS et al., 1982). Die Höhe des Antikörperspiegels korreliert jedoch nicht mit dem protektiven Schutz (JOENS et al., 1982). Die Kultur und biochemische Nachweismethoden finden die häufigste Anwendung in modernen Laboren zum Nachweis von B. hyodysenteriae (FELLSTRÖM et al., 2001). Für 11 2.3 Spezifische Pathogene den Nachweis von B. hyodysenteriae durch die Anzucht eignet sich am besten der Inhalt des Kolons oder der Kot von akut erkrankten Tieren, da hier die Anzahl der Spirocheten pro Gramm Kot am Höchsten ist (HAMPSON, 2012). Die PCR ist gegenüber der Kultur auf Selektivnährböden etwa 1000 mal sensitiver und ein Ergebnis liegt deutlicher schneller vor (ELDER et al., 1994; ATYEO et al., 1998). Bei Mischinfektionen mit mehreren Brachyspiren kann die PCR Klarheit verschaffen in Bezug auf die Speziesdiagnose (FELLSTRÖM et al., 2001). Da die Beprobung von gesunden Tieren in infizierten Herden zu falsch negativen Ergebnissen führen kann, können Folgebeprobungen und Probenentnahmen bei klinisch auffälligen Tieren, die Beprobung von Tieren mit 13-16 Lebenswochen sowie eine hohe Probenanzahl die Sicherheit des Ergebnisses verbessern (FELLSTRÖM et al., 2001). Bei subklinischen Trägertieren kann die Anzahl der Spirocheten pro Gramm Kot so gering sein, dass diese mit der PCR nicht nachgewiesen werden (LA und HAMPSON, 2001). Unterschiede in der Sensitivität von Kultur, PCR und PCR im Anschluss an die Kultur sind nicht bekannt (ELDER et al., 1994; FELLSTRÖM et al., 2001). Jedoch kann eine Kostensenkung durch die Verwendung von Poolproben als Mischung aus fünf Einzelproben erfolgen, ohne die diagnostische Aussagekraft des Ergebnisses zu beeinflussen (FELLSTRÖRM et al., 2001). Der ELISA als serologischer Test ist ebenfalls zum Nachweis der Infektion mit B. hyodysenteriae geeignet. Bei der Verwendung von Ganzzellantigenen oder LPS Antigenen ist jedoch mit falsch-positiven bzw. falsch-negativen Ergebnissen zu rechnen, da diese Tests zu Kreuzreaktionen mit anderen Spirocheten führen können (LA und HAMPSON, 2001). Der ELISA mit einem 30 kDa großen, B. hyodysenteriae spezifischen Hüllprotein (BmpB) als Antigen kann unter anderem für die Diagnostik von subklinischen Trägertieren genutzt werden (LA und HAMPSON, 2001). 2.3.1.3 Lawsonia intracellularis Lawsonia intracellularis (L. intracellularis) ist ein obligat intrazelluläres, Gram-negatives Bakterium und der Erreger der proliferativen Enteropathie, auch Ileitis genannt (McORIST und GEBHART, 2012). Die Erkrankung tritt in allen schweinehaltenden Regionen weltweit auf, vermehrt jedoch in den USA und Nordeuropa (McORIST et al., 2003). Heutzutage sind 12 2. Literatur etwa 96% der schweinehaltenden Betriebe weltweit mit L. intracellularis infiziert (McORIST und GEBHART, 2012). Bei den etwa vier Prozent nicht betroffenen Betrieben handelt es sich hauptsächlich um Zuchtbetriebe (McORIST und GEBHART, 2012). Erstmals beschrieben wurden die Veränderungen der proliferativen Enteropathie durch BIESTER und SCHWARTE (1931) an Schweinen in Iowa. Im Jahre 1993 gelang es zum ersten Mal den Erreger zu kultivieren und seine taxonomische Einteilung zu klären (LAWSON et al., 1993; GEBHART et al., 1993). Seinen endgültigen Namen, L. intracellularis, erhielt der Erreger erst Mitte der 1990er Jahre (McORIST et al., 1995). Der Erreger wird fäco-oral zwischen den Tieren eines Bestandes übertragen, wobei Kotreste, anderes organisches Material oder Insekten dazu dienen können, L. intracellularis auf andere Schweine zu übertragen (McORIST und GEBHART, 2012). FRIEDMAN et al. (2008) wiesen den Erreger in wildlebenden Mäusen und Ratten von betroffenen Schweinebeständen nach und halten eine Übertragung von L. intracellularis über die Nagetiere für möglich. Nicht erkrankte Trägertiere können den Erreger aus betroffenen Beständen in L. intracellularis freie Herden einbringen, da der Erreger ab einer Woche bis etwa zwölf Wochen nach der Infektion, zum Teil intermittierend, mit dem Kot ausgeschieden wird (JACOBSON et al., 2010, GUEDES und GEBHART, 2003). Antikörper bilden sich ab etwa 14 Tagen nach der Infektion aus und können bis zu 13 Wochen lang nachweisbar bleiben (GUEDES et al., 2002b; GUEDES und GEBHART, 2003). Maternale Antikörper bleiben etwa bis zur fünften Lebenswoche nachweisbar (GUEDES et al., 2002b). Auch das Management hat Einfluss auf die Erregersituation im Bestand, da zum Beispiel eine kontinuierliche Belegung von Abferkelställen und eine Sauenherde mit vielen primiparen Sauen die Anzahl seropositiver Tiere im Bestand erhöhen kann (BRONSVOORT et al., 2001). Im Gegenzug kann die Anwendung des Alles-Rein-Alles-Raus Verfahrens das Risiko für viele seropositive Tiere im Bestand reduzieren (BRONSVOORT et al., 2001). Eine gründliche Reinigung und Desinfektion von Stallabteilungen und ein Leerstand von etwa einer Woche kann die Erregerübertragung zwischen den Tiergruppen eines Bestandes deutlich reduzieren (SMITH et al., 1998). L. intracellularis bleit im Kot bei fünf bis 15°C für zwei Wochen infektiös, wird aber zum Beispiel durch Desinfektionsmittel auf Basis von quartären Ammoniumverbindungen oder Povidone-Jod sicher abgetötet (COLLINS et al., 2000). 13 2.3 Spezifische Pathogene Die klinischen Anzeichen der Infektion mit L. intracellularis sind sehr variabel. Die chronische Form der poliferativen Enteropathie äußert sich in reduzierten Tageszunahmen, reduzierter Futterverwertung, leichtem, wiederkehrendem Durchfall und einem inhomogenen Wachstum einer Altersgruppe (HEINRITZI, 2006b). Die chronische Form tritt häufig bei Tieren zwischen sechs und 20 Lebenswochen auf (McORIST und GEBHART, 2012). Eine weitere klinische Verlaufsform ist die proliferative hämorrhagische Enteropathie, die häufig bei älteren Tieren, wie zum Beispiel Zuchttieren, zwischen dem vierten und zwölften Lebensmonat auftritt (McORIST und GEBHART, 2012). Betroffene Tiere zeigen einen blutigroten oder teerartigen Kot und eine akute Anämie, die zu perakuten und akuten Todesfällen führen kann (HEINRITZI, 2006b). Die unterschiedlichen klinischen Erscheinungen der Infektion basieren nicht auf verschiedenen Biovaren sondern auf der Wechselwirkung zwischen Infektionsdosis und Abwehrlage des Tieres (MAPOTHER et al., 1987). In endemisch betroffenen Beständen kann L. intracellularis im Darm nachgewiesen werden, ohne klinische Zeichen der Ileitis hervorzurufen (McORIST et al., 2003). Subklinische Trägertiere, zum Beispiel Sauen, können den Erreger mit sich tragen und so in andere Bestände oder bestandsintern verbreiten (McORIST et al., 2003). Die Schwierigkeiten bei der Kultivierung von L. intracellularis machen die Anzucht des Erregers als Standardnachweisverfahren unpraktikabel (McORIST und GEBHART, 2012). Gängige Nachweisverfahren sind zum Beispiel der Erregernachweis mittels PCR aus dem Kot oder Gewebe, die Immunhistochemie sowie die Serologie. Die beste Möglichkeit zur Diagnostik von L. intracellularis als Verursacher von akuten Durchfallerkrankungen ist die PCR aus Kot- oder Gewebeproben (JACOBSON et al., 2004b). Der zu untersuchende Kot sollte hierfür bei vier Grad Celsius gelagert werden (McORIST und GEBHART, 2012). Die PCR liefert gute Ergebnisse in Bezug auf Sensitivität und Spezifität, die besten Ergebnisse ergeben sich bei der Verwendung von nested PCR zum Nachweis von L. intracellularis aus Kotproben (JACOBSON et al., 2004b). JONES et al. (1993) wiesen L. intracellularis mittels PCR ab einer Erregermenge von 103 pro Gramm aus dem Kot nach. Bei aufgereinigter Darmschleimhaut als Probenmaterial lag die untere Nachweisgrenze nur bei 101 (JONES et al., 1993). 14 2. Literatur Eine gute diagnostische Alternative ist der Nachweis von L. intracellularis aus veränderter, formalinfixierter Darmschleimhaut mittels Immunhistochemie (GUEDES et al. 2002a). Der serologische Nachweis einer Infektion mit L. intracellularis erfolgt häufig anhand von einem indirekten Immunfluoreszenztest oder eines ELISAs. BOESEN et al. (2005) erzielen mit einem neuentwickelten ELISA eine Sensitivität von 98% und eine Spezifität von 99,3%. Die guten Ergebnisse dieses ELISAs machen ihn nützlich zur Ermittlung des Herdenstatus (BOESEN et al., 2005). Der indirekte Immuofluoreszenztest erzielt gute Ergebnisse in Bezug auf Sensitivität und Spezifität, ist aber auf Grund seiner Abhängigkeit von der Bewertung durch den Untersucher schwer zu objektivieren und in seiner Probenanzahl begrenzt (KNITTEL et al., 1998). Zur Herdendiagnostik sollten wiederholt Kotproben mittels PCR auf L. intracellularis getestet werden, eine serologische Kontrolle erfolgen oder eine Kombination aus beidem angewandt werden (JACOBSON et al., 2004b). 2.3.1.4 Mycoplasma hyopneumoniae Mycoplasmen gehören zur Klasse der Mollicutes und sind sehr kleine, zellwandlose Bakterien, die viele Pflanzen- und Tierarten infizieren können (THACKER und MINION, 2012). Mycoplasma hyopneumoniae (M. Hyo) wurde erstmals 1965 isoliert und ist der Erreger der Enzootischen Pneumonie bei Schweinen (MARE und SWITZER, 1965; GOODWIN et al., 1965). Weitere bedeutende schweinepathogene Mycoplasmen sind Mycoplasma hyorhinis, Verursacher von Polyserositis und Arthritiden, Mycoplasma hyosynoviae, Erreger von Arthritiden hauptsächlich bei Mastscheinen, und Mycoplasma suis, zuvor unter dem Namen Eperythrozoon suis geführt als Agens der infektiösen Anämie (THACKER und MINION, 2012). Die Inkubationszeit liegt bei zehn bis 16 Tagen (MAES et al., 1996). Die Virulenz von M. Hyo variiert von niedrig virulent über mäßig virulent bis zu hochvirulent (VICCA et al., 2003), jedoch bietet die Infektion mit einem niedrig virulenten Stamm keinen Schutz vor der Erkrankung durch einen hochvirulenten Stamm (VILLARREAL et al., 2009). Einen häufigen Übertragungsweg von M. Hyo innerhalb einer Herde stellt der direkte Nasenkontakt zu infizierten Trägertieren dar (THACKER und MINION, 2012). Die größte Gefahr zur Eintragung des Erregers in den vorhandenen Tierbestand ist der Tierzukauf 15 2.3 Spezifische Pathogene (GOODWIN, 1985). Doch auch benachbarte Tierbestände stellen ein Risiko dar. So ist die Übertragung von M. Hyo über die Luft bei kalten und feuchten Außentemperaturen, wie sie häufig im Herbst und Winter herrschen, über eine Distanz von 3,2 km möglich (GOODWIN, 1985). Weitere Untersuchungen weisen M. Hyo auch noch in 4,7 km beziehungsweise 9,2 km Entfernung zur infizierten Herde nach (DEE et al., 2009; OTAKE et al., 2010). Risikofaktoren für die Übertragung von M. Hyo in einen Bestand sind unter anderem eine geringe räumliche Distanz zu anderen Mastbeständen, Betriebe, die im geschlossenen System arbeiten, M. Hyo reinfizierte Bestände und Parkplätze für Transportfahrzeuge für Schweine (HEGE et al., 2002). BATISTA et al. (2004) zeigen, dass keine Erregerübertragung durch den Personenverkehr erfolgt, wenn die Kontaktpersonen sowohl die Kleidung wechseln als auch einduschen. Das Risiko einer Reinfektion des Bestandes sinkt, wenn der Tierzukauf nur aus einem fremden Tierbestand erfolgt (HEGE et al., 2002). Umweltbedingungen wie das Management, die Belegung im Alles-Rein-Alles-Raus Verfahren, die Belegdichte und das Stallklima sollten optimiert werden, um die Gefahr des Ausbruchs der Enzootischen Pneumonie zu verringern (MAES et al., 2008). Die wirtschaftlichen Verluste durch die Enzootische Pneumonie entstehen hauptsächlich durch die reduzierten Tageszunahmen, verschlechterte Futterverwertung, erhöhte Ausgaben für Medikamente und auch durch Tierverluste (NOYES et al., 1990). Klinische Anzeichen einer Infektion mit M. Hyo ist ein typischer trockener Husten vor allem bei Masttieren, der ab etwa zwei Wochen nach der Infektion auftritt (KOBISCH et al., 1993). Zirkulierende Antikörper lassen sich ab zwei Wochen nach der Infektin im Blut nachweisen, jedoch sind Kreuzreaktionen zwischen Antikörpern von M. Hyo und Mycoplasma flocculare möglich (BEREITER et al., 1990). Der Nachweis einer Infektion mit M. Hyo ist über die Anzucht, den Erregernachweis aus Nasentupfern, verändertem Lungengewebe oder Lungenspülproben oder über die Serologie möglich (THACKER und MINION, 2012). Die Bronchoalveolärelavage ist als Probenmaterial für den Erregernachweis besser geeignet als Nasentupfer oder Lungengewebe (KURTH et al., 2002). Die Kultur von M. Hyo gilt als Goldstandart, ist aber zeitaufwändig, kostenintensiv und führt häufig zu falschen Ergebnissen (KURTH et al., 2002). Die PCR bietet einen zeitlichen Vorteil gegenüber der Serologie, da der Erreger nachgewiesen werden kann bevor eine Serokonversion eintritt (THACKER und MINION, 2012). Weiterhin 16 2. Literatur erreicht die nested PCR sehr gute Ergebnisse in der Sensitivität und Spezifität, da nur ein M. Hyo Organismus nötig ist, um einen positiven Nachweis zu führen (KURTH et al., 2002). Jedoch kann die sehr geringe Nachweisgrenze auch durch Verunreinigungen zu falschnegativen Ergebnissen führen (KURTH et al., 2002). Der ELISA ist eine weitverbreitete Nachweismöglichkeit zur Diagnostik von M. Hyo (THACKER und MINION, 2012). Studien von experimentell infizierten Tieren belegen im Vergleich von drei verschiedenen ELISAs sehr gute Ergebnisse bei der Spezifität, jedoch liegt die Sensitivität nur zwischen 35% bis 63 % (ERLANDSON et al., 2005). Mögliche Gründe hierfür sind eine hohe Variabilität in der Immunantwort oder auch eine verspätete Immunantwort (ERLANDSON et al., 2005). Eine Kombination mehrerer ELISAs kann die Sensitivität erhöhen (ERLANSON et al., 2005). Optimalerweiser erfolgt zur Analyse des Herdenstatus eine Kombination aus ELISA, PCR und Schlachthofcheck (SIBILA et al., 2009). 2.3.1.4 Toxinbildende Pasteurella multocida Pasteurella multocida (P. multocida) gehört zur Familie der Pasteurellaceae und ist ein Gram-negatives, fakultativ anaerobes Stäbchenbakterium, das Erkrankungen bei vielen verschiedenen Tierarten verursacht und ein Zoonoseerreger ist (REGISTER et al., 2012). Bei Schweinen verursacht P. multocida die progressive atrophische Rhinitis und Pneumonien (REGISTER et al., 2002). Das Genus Pasteurella sensu stricto beinhaltet insgemamt elf Spezies, wobei die Spezies P. multocida wiederum in die drei Subspezies P. multocida subsp. multocida, P. multocida subsp. septica und P. multocida subsp. gallicida unterteilt wird (MUTTERS et al., 1985). Insgesamt werden bei P. multocida fünf Kapseltypen unterschieden, nämlich A, B, D, E und F (CARTER, 1955; RIMLER und RHOADES, 1987). Kapseltyp A wird häufig bei Lungenveränderungen isoliert, während hingegen Kapseltyp D vorwiegend bei der progressiven atrophischen Rhinitis auftritt (PIJOAN et al., 1983; HøIE et al., 1991). Die progressive atrophische Rhinitis wurde erstmals 1830 in Deutschland beschrieben und ist geprägt durch eine Verkürzung und Verkrümmung des Gesichtsschädels (FRANQUE, 1830). Infektöses Agens der progressiven atrophischen Rhinitis sind toxinbildende Stämme von P. multocida, häufig nach vorausgegangener Infektion mit Bordetella bronchiseptica (DE JONG und NIELSEN, 1990; PEDERSEN und BARFOD, 1981). 17 2.3 Spezifische Pathogene P. multocida Kapseltyp D kann in experimentell infizierten Schweinen noch 60 Tage nach der Infektion auf den Tonsillen persistieren (PIJOAN und TRIGO, 1990). Neben den Deformationen des Gesichtsschädels zeigen betroffene Tiere häufiges Niesen, blutigen Nasenausfluss und reduzierte Tageszunahmen (PEDERSEN und BARFOD, 1981; RIISING et al., 2002). Ursache der Oberkieferverformung ist der Abbau des Knochens der Nasenmuscheln durch die toxinbildenden Stämme von P. multocida (PEDERSEN und BARFOD, 1981). Entscheidender Virulenzfaktor für den Knochenabbau ist das 146 kDa große P. multocida-Toxin (PMT) (IL’INA und ZASUKHIN, 1975). Die Erkrankung tritt hauptsächlich bei Schweinen während der Aufzucht oder der Mastperiode auf (RIISING et al., 2002). P. multocida kann bis zu sechs Tage bei 37° C aus der Gülle isoliert werden (THOMSON et al., 1992). Der Erreger ist in Nasenspülungen noch nach 49 Tagen bei 15° C und 37° C kultivierbar (THOMSON et al., 1992). Der Erreger lässt sich mit den gängigen zur Verfügung stehenden Desinfektionsmitteln sicher abtöten, so zum Beispiel mit quatären Ammoniumverbindungen alleine oder in Kombination mit Glutaralaldehyden und Peroxiden (THOMSON et al., 2007). Die progressive atrophische Rhinitis ist eine Faktorenkrankheit und wird durch die Umweltbedinungen und das Management wie zum Beispiel hohe Belegdichte, hohe Schadgaskonzentration und eine schlechte Betriebshygiene beeinflusst (PENNY, 1977; ANDREASEN et al., 2000; HAMILTON et al., 1999). Als Probenmaterial zum Nachweis von toxinbildenden P. multocida sind sowohl Tupfer oder Gewebeproben der Tonsillen als auch Nasentupfer möglich, jedoch lässt sich der Erreger häufiger und auch in größerer Anzahl aus Tonsillenproben als aus Nasentupfern nachweisen (ACKERMANN et al., 1994). Die Entwicklung eines P. multocida-Toxin ELISA in Dänemark ermöglicht eine schnelle und sichere Unterscheidung zwischen toxinbildenden und nichttoxinbilden P. multoicida Stämmen, so dass auf eine aufwändige Zellkultur (RUTTER und LUTHER, 1984) oder Labortierversuche mit Mäusen (PIJOAN et al., 1984) verzichtet werden kann (FOGED et al., 1988). Die Weiterentwicklung der PCR zur nested PCR ermöglicht eine Verbesserung der Diagnostik bei den toxinbildenden P. multocida, da mit der konventionellen PCR 2,1 * 104 18 2. Literatur Organismen und mit der nested PCR bereits schon 20 Organismen nachgewiesen werden können (CHOI und CHAE, 2001). Die nested PCR stellt damit eine kostengünstige und schnelle Methode mit guter Sensitivität und Spezifität zur Diagnose von toxinbildenden P. multocida mit direktem Nachweis aus Nasentupfern ohne vorausgegangene Anzucht dar (CHOI und CHAE, 2001). 2.3.1.5 Salmonella spp. Salmonellen kommen bei vielen verschiedenen Wirten, Menschen wie Tieren, vor, wobei die einzelnen Serotypen häufig sehr wirtsspezifisch sind (CARLSON et al., 2012). Das Genus Salmonella (Sal.) gehört zur Familie der Enterobacteriaceae. Es sind Gramnegative, bewegliche, nicht sporenbildende, fakultativ anaerobe Bakterien mit peritricher Geißel (GRIFFITH et al., 2006). Zum Genus Salmonella gehören die zwei Spezies Salmonella enterica und Salmonella bongori (LE MINOR und POPOFF 1987; REEVES et al., 1989; TINDALL et al., 2005). Die Spezies Sal. enterica wird ihrerseits wiederum unterteilt in sechs Subspezies, namentlich Sal. enterica subspezies enterica, Sal. enterica subspezies arizonae, Sal. enterica subspezies diarizonae, Sal. enterica subspezies houtenae, Sal. enterica subspezies indica, Sal. enterica subspezies salmae unterteilt (TINDALL et al., 2005). Die Einteilung der Salmonellenserotypen erfolgt nach dem White-Kauffmann-Le Minor Schema anhand antigener Eigenschaften (GRIMONT und WEILL, 2007). 99,5% aller Serovare gehören der Subspezies enterica an, die insgesamt über 2500 verschiedene Serovare beinhaltet (GRIMONT und WEILL, 2007). Die serologische Unterscheidung der Serovare erfolgt auf Grund der somatischen Antigene (O-Antigene), der Geiselantigene (H-Antigene) und den Kapselantigenen (Vi-Antigenen) (GRIFFITH et al., 2006). Ausschließlich die Serovare der Subspezies enterica werden mit Namen benannt, Serovare anderer Subspezies werden nur anhand ihrer antigenetischen Formel nach White-KauffmannLe Minor Schema betitelt (GRIMONT und WEILL, 2007). Zur Vereinfachung der Namensgebung kann beispielsweise das Serovar Sal. enterica Subspezies enterica Serovar Typhimurium entweder mit Sal. enterica Serovar Typhimurium oder mit Sal. ser. Typhimurium abgekürzt werden (GRIMONT und WEILL, 2007). Die letztere Schreibweise wird auch im Folgenden Anwendung finden. 19 2.3 Spezifische Pathogene Erkrankungen beim Schwein werden fast ausschließlich durch die beiden Serovare Sal. ser. Choleraesuis var kunzendorf oder Sal. ser. Typhimurium hervorgerufen (WILCOCK et al., 1976; CARLSON et al., 2012). Sal. ser. Choleraesuis var kunzendorf verursacht eine Septikämie mit Erythemen und Abgeschlagenheit hauptsächlich bei jungen Tieren bis zum vierten Lebensmonat (WILCOCK et al., 1976). Sal. ser. Typhimurium verursacht ein Durchfallgeschehen auf Grund einer Enterocolitis (WILCOCK et al., 1976). Sowohl die orale als auch die intranasale Aufnahme von Sal. ser. Choleraesuis führt zu einer Infektion und die fäkale Erregerausscheidung erfolgt in beiden Fällen für mindestens zwölf Wochen (GRAY et al., 1995). Jedoch werden Salmonellen nur intermittierend ausgeschieden, so dass Studien belegen können, dass nur bei 3,7% der Tiere öfter als einmal Salmonellen aus dem Kot kultiviert werden können (KRANKER et al., 2003). Antikörper lassen sich ab drei Wochen post infectionem nachweisen (SRINAND et al., 1995). Der höchste Antikörperspiegel bei gezielt mit Sal. ser Thyphimurium infizierten Tieren ist bei Tag 30 bis 37 nach der Infektion zu finden (NIELSEN et al., 1995). Bei KRANKER et al. (2003) weisen die Tiere etwa 60 Tage nach dem Ausscheiden von Sal. ser Thyphimurium die höchsten Antikörperspiegel auf. Ein Risikofaktor ist die Bestandsgröße über 3500 verkaufte Mastschweine pro Jahr, wobei bei der Bestandsgröße auch die Anzahl der Abteile und die Belegdichte in den Buchten zu beachten ist (GARCÍA-FELIZ et al., 2009). Weitere Risikofaktoren sind mangelnde Betriebshygiene, kontaminierte Futtermittel, die Verwendung von Breitspektrumantibiotika, mangelhafte Transporthygiene und Transportstress sowie Mitarbeiter, die auf mehreren Betrieben arbeiten (BERENDS et al., 1996; VICO und MAINAR-JAIME, 2012). Betriebe, in denen eine Hygieneschleuse und eine Dusche integriert sind, zeigen geringere Seroprävalenzen (VICO und MAINAR-JAIME, 2012). Salmonellen können sich im Temperaturbereich zwischen sieben bis 47° C vermehren, sterben erst bei Temperaturen über 60° C ab, sind pH-Wert tolerant bis pH 4 und sind unempfindlich gegenüber Trockenheit (DEDIÉ et al. 1993; BÖHM, 1993). So ist Sal. ser. Choleraesuis noch nach drei Monaten aus feuchtem Schweinekot und sogar bis zu 13 Monate auf trockenem Schweinekot nachweisbar (GRAY und FEDORKA-CRAY, 2001). Aus Kottupferproben von gezielt infizierten Tieren ließ sich der Erreger bis zu sieben Wochen nach der Infektion nachweisen (SRINAND et al., 1995). BÖHM (1993) konnte bei Salmonellen im 20 2. Literatur Staub eine Überlebenszeit von 1400 Tagen nachweisen. Zu beachten ist daher, dass somit auch mit Kot oder Staub kontaminierte Gegenstände als Reservoir für die Salmonellen dienen und zu einer Infektion von Schweinen führen können (GRAY und FEDORKA-CRAY, 2001; BÖHM 1993). Neben dem Stallgebäude kommen auch andere Umweltkontaminationen wie zum Beispiel das Transportfahrzeug als Infektionsquelle in Betracht (MAGISTRALI et al., 2008). Schon 1948 erwiesen sich Schadnager als potentielle Quelle für den Eintrag von Salmonellen in einen Bestand (DAVIS, 1948). Auch das Vorhandensein von Vögeln im Stallgebäude führt zu erhöhten Seroprävalenzen (VICO und MAINAR-JAIME, 2012). Für den Nachweis von Salmonellen mittels Kultur sind verschiedene Anzuchtmethoden beschrieben. Bei dem Vergleich zweier Anzuchtprotokolle aus Kotproben, kommen DAVIES et al. (2000) auf eine 81%ige Übereinstimmung bei den Ergebnissen und raten zur Vorsicht bei der Interpretation von Befunddaten. Weiterhin ist die Kultur durch das Anreicherungsbzw. Voranreicherungsverfahren und dem Ausstrich auf Selektivnährmedien wie zum Beispiel der Rappaport/Vassiliadis Boullion mit einem hohen zeitlichen Aufwand verbunden (DAVIES et al., 2000). Aufgrund der geringen Sensitivität der Kultur bietet die Serologie einen besseren Überblick über die tatsächliche Seroprävalenz der Herde, so dass die Serologie den Vorzug zur Ermittlung des Herdenstatus erhalten sollte (LO FO WONG et al., 2003). Die Serologie bietet die Möglichkeit, in kurzer Zeit viele Proben zu untersuchen und ist dabei auch kostengünstig (FUNK et al., 2005). Der Nachweis von Sal. ser Choleraesuis var kunzendorf ist mittels indirektem ELISA auf Basis von outer membrane protein (OMP) und Lipopolysacchariden (LPS) möglich, wobei die Sensitivität bei 93,3% bis 100% liegt und die Spezifität zwischen 72,5% und 100%, je nach Testsystem (SRINAND et al., 1995). 21 2.3 Spezifische Pathogene 2.3.2 Viren Als einziger Vertreter der Viren findet das Porcine Respiratorische und Reproduktive Syndrom Virus (PRRSV) Eingang in diese Arbeit, da andere Viren in den routinemäßigen Monitoringverfahren der ausgewählten Zuchtunternehmen nicht vorkommen. Porcines Respiratorisches und Reproduktives Syndrom Virus Das Porcine Respiratorische und Reproduktive Syndrom Virus (PRRSV) gehört zur Familie der Arteriviridae, ist ein kleines, behülltes Einzelstrang RNA Virus und trat 1987 erstmals in Nordamerika klinisch in Erscheinung (BENFIELD et al., 1992; WENSVOORT et al., 1991; WENSVOORT et al., 1992; PLAGEMANN UND MOENNIG, 1992). Die Erstbeschreibung für das PRRS Virus erfolgte in Deutschland im Jahr 1990 und dann ab 1991 auch in den europäischen Nachbarländern wie zum Beispiel den Niederlanden (LINDHAUS und LINDHAUS, 1991; WENSVOORT et al., 1991). Mittlerweile ist die Erkrankung in den meisten schweinedichten Regionen der Welt beheimatet (ZIMMERMAN et al., 2012). Das PRRS Virus wird klassischer Weise in zwei Genotypen eingeteilt, dem Nordamerikanischen und dem Europäischen Genotyp, dem sogenannten Lelystad Virus (NELSON et al., 1993). Der EU-Stamm und der US-Stamm werden in verschiedene Subtypen unterschieden, wobei die Diversität der Subtypen des EU-Stamms deutlich größer ist im Vergleich zu den Subtypen des US-Stamms (STADEJEK et al., 2006). Der Europäische Genotyp wird in drei Subtypen eingeteilt, dem zentraleuropäischen Subtyp eins und den Osteuropäischen Subtypen zwei und drei (STADEJEK et al., 2008). Der hochpathogene Osteuropäische Subtyp drei unterscheidet sich sowohl genetisch als auch antigenetisch vom zentraleuropäischen Subtyp eins als auch vom US-Stamm (KARNIYCHUK et al., 2010). Die Nukleotide von Osteuropäischen PRRSIsolaten stimmen nur zu 72,2 % mit dem Lelystad Virus überein (STADEJEK et al., 2002). Die Pathogenität der verschiedenen PRRS-Isolate variiert, so dass das klinische Bild von der Virulenz des Isolates abhängig ist (HALBUR et al., 1995). Eine Virämie tritt von Tag eins bis neun nach Virusexposition auf (CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 1995a). Das Virus kann bis zu 150 Tage nach der Infektion im Organismus persistieren (ALLENDE et al., 2000). In Bezug auf den Respirationstrakt reicht die Klinik von milder Dyspnoe bis hin zu hochfrequenter abdominaler Atmung mit Lethargie, Anorexie und Zyanose (HALBUR et al., 1995). Infizierte Tiere zeigen reduzierte Tageszunahmen, eine erhöhte Sterblichkeit vor allem 22 2. Literatur in der Aufzucht und in der Sektion eine interstitielle Pneumonie und nichteitrige Myocarditis (HIROSE et al., 1995). Die Klinik des Reproduktionstraktes äußert sich in Spätaborten, verfrühten Abferkelungen, erhöhter Ferkelsterblichkeit im Sinne von Mumien, Totgeburten und Saugferkelverlusten (DONE und PATON, 1995; KEFFABER, 1989). Im mittleren Gestationszeitraum führt eine Infektion der Sau mit dem PRRS Virus nur selten zur Geburt lebensschwacher oder mumifizierter Ferkel, da das PRRS Virus zu diesem Trächtigkeitsstadium die Plazentarschranke nicht überschreitet (CHRISTIANSON et al., 1993). Das PRRS Virus wird mit verschiedenen Körperflüssigkeiten, wie zum Beispiel dem Nasensekret, dem Samen oder dem Kot ausgeschieden und bleibt 14 Tage im Urin, 21 Tage im Serum, 35 Tage in Trachealflüssigkeit, 42 Tage im Speichel und 84 Tage in Rachenproben nachweisbar (CHRISTIANSON et al., 1993; WILLS et al., 1997). Nicht virämische Trägertiere können den Erreger auf naive Tiere über direkten Tier-zu-Tier Kontakt übertragen (BIERK et al., 2001). Risikofaktoren zur Erregerübertragung zwischen Tierbeständen sind infizierte Nachbarbetriebe sowie der Zukauf von Tieren oder Samen aus infizierten Beständen (MORTENSEN et al., 2002). Die Übertragung des PRRS Virus über die Luft ist über eine Distanz von 4,7 km nachgewiesen (DEE et al., 2009). OTAKE et al. (2010) wiesen infektöse Viren noch in einem Abstand von 9,1 km zur infizierten Herde nach. Eine effektive Möglichkeit zur Vermeidung der Übertragung des PRRS Virus über Aerosol besteht in der Anwendung von Luftfiltern (DEE et al., 2005). Im Vergleich von drei verschiedenen Luftfiltermethoden zeigt die highefficiency particulate Aerosolübertragung, air (HEPA) wohingegen Filtration eine einen kostengünstige effektiven Alternative, Schutz vor der bestehend aus Mosquitonetz, Fiberglass und elektrostatischem Filter, sowie die UV Bestrahlung nicht oder weniger effektiv sind (DEE et al., 2006). Auch besteht ein Risiko der Erregerübertragung über eine Distanz von 120 Meter zwischen benachbarten Betrieben durch die Stubenfliege (PITKIN et al., 2009b). Die indirekte Übertragung des Virus ist auch über den Personenverkehr sowie über Vektoren wie zum Beispiel Overalls und Stiefel möglich (PITKIN et al., 2009a). Die Tenazität des Virus ist abhängig von der Umgebungstemperatur und dem pHWert. Das Virus kann bis zu einen Monat bei vier Grad Celsius und vier Monate bei -70° C überleben, stirbt jedoch nach 48 Stunden bei 37° C oder 45 Minuten bei 56° C ab 23 2.3 Spezifische Pathogene (BENFIELD et al., 1992). Das PRRS Virus ist stabil bei pH 6,5 bis 7,5, verliert im Bereich unter pH 6 oder über pH 7,5 aber schnell seine Infektiösität (BENFIELD et al., 1992). Die Reinigung von Transportfahrzeugen mittels Hochdruckreiniger mit anschließender Desinfektion mit modifiziertem Kaliummonopersulfat oder quatärem Ammoniumchlorid ist ein wirksames Verfahren zur Vermeidung der Erregerverschleppung durch Transportfahrzeuge (DEE und DEEN, 2006). Das PRRS Virus kann bis zu 28 Tage in Lungenmakrophagen, Tonsillen, Lymphknoten oder der Milz persistieren (HALBUR et al., 1996). Virale RNA tritt im Serum zwischen Tag eins und 31 nach der Infektion und zwischen Tag drei bis 25, zum Teil auch bis zum Tag 92, nach der Infektion im Samen auf (CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 1995a). Antikörper treten ab dem siebten Tag bis 21 Tage nach der Infektion auf (NELSON et al., 1994). Der serologische Nachweis einer PRRS-Virus-Infektion wird häufig auf Herdenbasis angewendet, eignet sich aber nicht zur Statusermittlung von Einzeltieren (BøTNER, 1997). Der von ALBINA et al. (1992) entwickelte ELISA ist dem bis dahin vorherrschende Immunoperoxidase Monolayer Assay (IMPA) in seiner Sensitivität besonders bei der Detektion der frühen PRRS-Virus-Antikörper überlegen, zeigt jedoch mäßige Ergebnisse in Bezug auf die Spezifität. Der blocking ELISA ist im Vergleich ebenfalls sensitiver als der IPMA, bietet jedoch den Vorteil, dass keine hohe Hintergrundaktivität auftritt, die im IPMA oder indirekten ELISA von Bedeutung ist (HOUBEN et al., 1995). Der blocking ELISA zeigt auch gute Ergebnisse bei der Spezifität (HOUBEN et al., 1995). DENAC et al. (1997) entwickelten einen ELISA, dem ein rekombinantes Nukleokapsidprotein als Antigengrundlage dient. Dieser Test erzielt eine Sensitivität von 100%, eine Spezifität von 95,8% und ist sowohl für die Routinediagnostik als auch für epidemiologische Studien geeignet (DENAC et al., 1997). Der Nachweis des PRRS Virus kann sowohl über die Anzucht in Zellkulturen erfolgen als auch durch den Nachweis von virusspezifischer RNA (BøTNER, 1997). Die Anzucht in Zellkulturen erbrachte den ersten Nachweis des Lelystad-Virus in Europa (WENSVOORT et al., 1991). Als Probenmaterial für den direkten Erregernachweis eignen sich Serum, Brusthöhlenflüssigkeit, Milz oder Lunge (BøTNER, 1997). 24 2. Literatur Zum Erregernachweis sind verschiedene PCR-Protokolle beschrieben, da die PCR der Virusisolierung überlegen ist (CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 1995b). Mittels nested PCR lassen sich im Ejakulat infizierter Eber bereits zehn infektiöse Viren pro ml Samen nachweisen (CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 1995b). Das PRRS Virus bleibt mittels PCR im Samen länger nachweisbar als im Serum infizierter Tiere (CHRISOPHERHENNINGS et al., 2001). Kommerziell erhältliche real-time Reverse Transkriptase Polymerase Chain Reaktion (qRT-PCR) können beide Genotypen identifizieren, liefern schnell Ergebnisse und sind nicht vom Untersucher abhängig (ZIMMERMAN et al., 2012). 2.3.3 Parasiten Als einziger Vertreter der Parasiten wird der Erreger der Schweineräude näher beschrieben, da S. scabiei var suis Teil der Monitoringverfahren der ausgewählten Zuchtunternehmen ist. Sarcoptes scabiei var suis Sarcoptes scabiei var suis (S. scabiei) ist der Verursacher der Schweineräude und gehört zur Überordnung Acariformes, zur Ordnung der Astigmata und Unterordnung Sarcopiformes (OCONNOR, 1982). Die Sarcoptisräude ist bei Schweinen die wichtigste Erkrankung durch Ektoparasiten weltweit (GREVE und DAVIES, 2012). Der Körper der Sarcoptesmilbe ist schildkrötenartig oval, ventral abgeplattet, dorsal konvex und durchscheinend (ARLIAN, 1989). Der Entwicklungszyklus verläuft vom Ei über die Larve zur Protonymphe weiter zur Tritonymphe bis hin zu den adulten Männchen und Weibchen (ARLIAN und VYSZENSKIMOHER, 1988). Die Entwicklung zum adulten Weibchen nimmt dabei 21 Tage, die Entwicklung zum adulten Männchen jedoch nur 14 Tage in Anspruch (HASSLINGER, 1985). Die Dauer des Lebenszyklus umfasst acht bis 25 Tage (ARENDS und RITZHAUPT, 1995). Die Weibchen werden nur einmal als Nymphe auf der Haut des Wirtes begattet (ARENDS und RITZHAUPT, 1995). Ein begattetes Weibchen legt 40 bis 50 Eier in die Epidermis (GREVE und DAVIES, 2012). S. scabiei ist sehr wirtsspezifisch und kann auf anderen Wirten nur wenige Tage überleben (ARLIAN, 1989). Klinisch wird zwischen der hypersensitiven und der hyperkeratotischen Form unterschieden. Anzeichen der hypersensitiven Form sind Rötungen und Erhabenheiten der Haut, die mit 25 2.3 Spezifische Pathogene starkem Ruckreiz einhergehen (SHEAHAN, 1974). Hautveränderungen zeigen sich bereits sieben Tage nach der Infektion auf der Innenseite der Ohren, zwischen drei bis acht Wochen nach der Infektion kommt es zur Krustenbildung an den Ohren (CARGILL und DOBSON, 1979). Die hyperkeratotische Form ist häufiger bei älteren Schweinen zu finden, wie zum Beispiel bei Sauen nach dem zweiten oder dritten Wurf, und zeichnet sich durch asbestartige Hautbeläge aus (BAKER et al., 1994). Eine protein- und eisenarme Nahrung verschiebt das Verhältnis zwischen hypersensitiver und hyperkeratotischer Form hin zur hyperkeratotischen Form (SHEAHAN, 1974). Die Übertragung von S. scabiei findet hauptsächlich durch direkten Tier-zu-Tier Kontakt statt (HAUPT und SIEBERT, 1983). In Studien zur Kontaktübertragung von S. scabiei zeigt sich, dass sich der Parasit nur langsam zwischen den Tieren ausbreitet und pro infiziertem Tier und Tag 0,056 Tiere neuinfiziert werden (STEGEMAN et al., 2000). Auch eine indirekte Übertragung der Milben über kontaminierte Stallungen ist möglich (SMITH, 1986). S. scabiei kann in Krustenmaterial, abhängig von den Umwelteinflüssen, bis zu 14 Tage überdauern (HAUPT und SIEBERT, 1983). Nach natürlicher Kontaktübertragung zeigen die infizierten Tiere Tageszunahmen, die um 41 Gramm pro Tag reduziert sind, eine um zwei Prozent schlechtere Futterverwertung und neun mal häufiger Kratzverhalten als die Kontrollgruppe (ELBERS et al., 2000). Die Überlebensfähigkeit von S. scabiei ist bei geringen Temperaturen und hoher Luftfeuchtigkeit größer als bei hohen Temperaturen mit geringer Luftfeuchtigkeit (ARLIAN, 1989). ARLIAN (1989) beschreibt Überlebenszeiten von einigen Stunden bei 45°C und 45% Luftfeuchtigkeit jedoch acht bis 19 Tagen bei Temperaturen von 10°C und 97% Luftfeuchtigkeit. Antikörper sind ab fünf bis sieben Wochen nach der Infektion nachweisbar (BORNSTEIN und ZAKRISSON, 1993). Sie können bis zu neun bis zwölf Monate im infizierten Tier persistieren (SMETS und VERCRUYSSE, 2000). Der direkte Nachweis von S. scabiei erfolgt über Hautgeschabsel von der Ohrhaut und anschließender Mikroskopie, eine Methode mit 100 % Sensitivität (SMITH, 1988; SMETS und VERCRUYSSE, 2000). Mittels ELISA lassen sich Antikörper ab der sechsten Woche nach der Infektion ermitteln (VAN DER HEIJDEN et al., 2000). Die höchsten Antikörperspiegel finden sich im ELISA 16 Wochen nach der Infektion, jedoch erschweren Kreuzreaktionen die Verlässlichkeit des Tests 26 2. Literatur (VAN DER HEIJDEN et al., 2000). Die Sensitivität und Spezifität verschiedener ELISATests variiert, jedoch ist ihnen eine hohe Spezifität und eine moderate Sensitivität gemeinsam (SMETS und VERCRUYSSE, 2000). 27 3.1 Auswahl der Betriebe 3. Material und Methode Im Teil über Material und Methode dieser Arbeit erfolgt zunächst die Erklärung für die Auswahl der Betriebe und deren Beschreibung. Im Anschluss daran werden die Probenanzahlen und -häufigkeiten sowie der Erregernachweise und Testsicherheiten in den ausgewählten Schweinebeständen beschrieben. 3.1 Auswahl der Betriebe Zur Datengewinnung wurde ein Fragebogen erstellt (siehe Anhang). Dieser Fragebogen ist unterteilt in zwei Abschnitte, von denen sich einer auf das Zuchtunternehmen selber bezieht und ein weiterer, der sich auf einen konkreten Zuchtbestand konzentriert. Mit Hilfe des Fragebogens sind im Zeitraum von Februar bis Juli 2014 Gespräche mit fünf verschiedenen Zuchtunternehmen geführt worden. Für jedes Zuchtunternehmen ging ein Aufzuchtbetrieb mit hohem Gesundheitsstatus in den Vergleich ein. Für die beiden Unternehmen PIC und Topigs flossen zusätzlich je ein Betrieb mit einem niedrigeren Gesundheitsstatus in die Arbeit ein. Die untersuchten Betrieben und deren zugehörige Monitoringverfahren sind als Beispiele für die verschiedenen Untersuchungsverfahren der Zuchtunternehmen zu betrach-ten. Die von den Auswahlbetrieben gewonnenen Daten sind daher nicht direkt auf andere Zuchtbestände der ausgewählten Zuchtunternehmen mit vergleichbarem Gesundheitsstatus übertragbar. Die Auswahl der Betriebe erfolgte anhand der Zugehörigkeit zu einem Zuchtunternehmen mit Einfluss auf den deutschen Jungsauenmarkt. Anhand ihres prozentualen Anteils am Jungsauenmarkt in Deutschland (siehe Abbildung 2) fanden die Zuchtunternehmen Danzucht, im Folgenden mit DanAvl bezeichtnet, Topigs, PIC, BHZP und Hypor Eingang in die Untersuchung. 28 3. Material und Methode HYPOR 6% GERMAN GENETIC 7,5% BHZP 9% PIC 12% 12,5% TOPIGS 25% DANZUCHT 28% UNBEKANNT/SONSTIGE 0% 5% 10% 15% 20% 25% 30% Abbildung 2: Jungsauenmarkt in % Gesamtmarktanteil in Deutschland (nach NIGGEMEYER, 2012). 3.2 Betriebsbeschreibung Mit Zustimmung der Vertreter der Zuchtunternehmen werden die Angaben zur Zugehörigkeit der untersuchten Jungsauenaufzuchtbeständen zum Zuchtunternehmen klar dargestellt. Die Benennung der Auswahlbetriebe erfolgte aufgrund der Anfangsbuchstaben der zugehörigen Zuchtorganisation. Der Betrieb des Bundeshybrid Zuchtprogramms (BHZP) wurde folglich mit B bezeichnet, während D die Abkürzung für den Betrieb des Unternehmens DanAvl darstellte. Weiterhin wurden zur Unterscheidung von Betrieben mit unterschiedlichem Gesundheitsstatus innerhalb eines Zuchtunternehmens die Zahlen 1 und 2 vergeben. Dabei wurden Betriebe mit hohem Gesundheitsstatus mit dem Zahlenwert 1 und Betriebe mit einem niedrigeren Gesundheitsstatus mit dem Zahlenwert 2 bezeichnet. 3.2.1 BHZP Für das Zuchtunternehmen BHZP wurde ein Jungsauenaufzuchtbetrieb in der vorliegenden Arbeit genauer betrachtet. Dieser Betrieb wird im Folgenden mit B 1 abgekürzt. Das Gesundheitsmonitoring des BHZP ist in vier Stufen untergliedert. Hierbei ist ein Betrieb in der “Stufe 0” unverdächtig auf M. Hyo, das PRRS Virus und APP. Betriebe in der “Stufe 1” sind unverdächtig auf das PRRS Virus und APP. Die “Stufe 2” ist unterteilt, wobei “Stufe 2a” eine Unverdächtigkeit für das PRRS Virus bedeutet und positiv für APP, und “Stufe 2b” positiv auf das PRRS Virus und unverdächtig für APP. “Stufe 3”- Betriebe sind positiv auf das PRRS Virus und APP (siehe Tabelle 1). 29 3.2 Betriebsbeschreibung Stufe Pathogene 0 1 2a 2b 3 M. Hyo negativ + PRRSV negativ + APP negativ PRRSV negativ + APP negativ PRRSV negativ + APP positiv PRRSV positiv + APP negativ PRRSV positiv + APP positiv Tabelle 1: Einteilung der BHZP-Betriebe in Gesundheitskategorien. Der Betrieb B 1 ist ein Jungsauenaufzuchtbetrieb mit 1500 Aufzuchtplätzen und erhält seine Tiere aus einem Sauenbestand mit 400 Sauen. Der Betrieb ist in „Stufe 0“ und somit in die höchste Gesundheitsklasse eingeteilt. Damit ist der Betrieb laut Kategorisierung des BHZP unverdächtig auf M. Hyo, das PRRS Virus und APP. Diesen Gesundheitsstatus weisen die Tiere des Betriebes seit Beginn des Kalenderjahres 2013 nach einer Sanierung von Mycoplasmen auf. Der nächste schweinehaltende Betrieb ist zwei Kilometer entfernt, und eine nächstgrößere Verkehrsachse befindet sich in sechs Kilometern Entfernung. Es gibt keinen Tierzukauf in die Sauenherde, und der Spermabezug erfolgt über eine vom Schweinegesundheitsdienst Niedersachsen als PRRS-Virus-negativ zertifizierte Besamungsstation. Der Betrieb ist eingefriedet, und eine Schadnagerbekämpfung erfolgt in regelmäßigen Abständen. Die Lagerung von Kadavern ist so gestaltet, dass das zuständige Entsorgungsunternehmen das Betriebgelände mit seinem Fahrzeug nicht befahren muss. Der Zutritt zu den Stallungen ist nur über eine Hygieneschleuse möglich. Das Einduschen ist sowohl für die Mitarbeiter als auch für Besucher des Betriebes verpflichtend. Den Mitarbeitern ist der Kontakt zu weiteren schweinehaltenden Betrieben nicht gestattet. Alle Besucher müssen eine Karenzzeit von 48 Stunden einhalten. Eine Unterschreitung dieser Frist ist nur für Mitarbeiter des BHZP möglich, wenn sie die Betriebe in absteigender Reihenfolge der Gesundheitseinteilung besuchen. Die Verladung der Tiere aus dem Bestand heraus erfolgt über zwei separate Verladerampen. Eine Rampe wird zur Verladung der Zuchttiere genutzt, während die zweite Rampe zur Verladung der Schlachttiere zur Verfügung steht. Die Rampen sind jeweils abgegittert und so 30 3. Material und Methode angelegt, dass sich die Stalltür abseits der Hauptwindrichtung befindet. Zusätzlich ist die Rampe so gestaltet, dass das Transportfahrzeug nicht unmittelbar an die Stallung heranfahren muss und keine kreuzenden Wege mit dem Hygienebereich des Betriebes entstehen. Ebenfalls können die Futtermittelsilos von den Futtermittellieferanten befüllt werden, ohne dass kreuzende Wege entstehen. Die Zuluft zum Stall wird nicht gefiltert, und es erfolgt auch keine UV-Bestrahlung von Gegenständen, die mit in den Stall gebracht werden. Die Tiergruppen werden nach Altersgruppen getrennt aufgestallt und die Abteile im AllesRein-Alles-Raus Verfahren belegt. Es erfolgt kein Stiefel- oder Kleiderwechsel beim Betreten der Stallungen unterschiedlicher Alterklassen. Jedoch werden die Stiefel beim Wechsel gereinigt. Die Desinfektion der Stallungen muss mit einem DVG gelisteten Präparat erfolgen. Die Tiere werden in der Jungsauenaufzucht zweimal im Abstand von 21 Tagen gegen die Glässer`sche Krankheit und einmal gegen Circovirus geimpft. 3.2.2 DanAvl In die Untersuchung ist auch ein dänischer Vermehrungsbetrieb mit eingeflossen. Dieser Betrieb erhält im Folgenden die Abkürzung D 1, da die Tiere im Bestand einen hohen Gesundheitsstatus haben. Die Einteilung der schweinehaltenden Betriebe hinsichtlich des SPF-Status erfolgt in drei Abstufungen. Zunächst werden die Betriebe anhand der Farben „rot“, „blau“ und „grün“ unterteilt. Hierbei steht die Kennzeichnung „rot“ für Zuchtbestände, genauer Nucleus- und Vermehrungsbetriebe. Die Kennzeichnung mit der Farbe „blau“ wird für Sauenherden, die Mastschweine produzieren, und für Schweinemastbetriebe verwendet. Betriebe der „grünen“ Kategorie sind auf dem Weg zum blauen Status (siehe. Tabelle 2). 31 3.2 Betriebsbeschreibung Kategorie Betriebsart Rot Blau Grün Nucleus- und Vermehrungsbetriebe Sauenbetriebe + Schweinemastbetriebe alle Betriebe auf dem Weg in die blaue Kategorie Tabelle 2: Einteilung der DanAvl-Betriebe in Gesundheitskategorien. Weiterhin erhalten die Betriebe einen Zusatz für die im Bestand vorkommenden SPF-Erreger. Ist ein Bestand beispielsweise ein Vermehrungsbetrieb, der M. Hyo und APP Serotyp 6 positiv ist, erhält der Betrieb die Gesundheitsbezeichnung „Rot SPF + Myc + Ap6“. Der Gesundheitsstatus von Betrieben mit der Bezeichung Rot SPF ohne Zusatz bedeutet, dass die Betriebe frei sind von Läusen, Räude, B. hyodysenteriae, toxinbildenden P. multocida, APP Serotyp 1 bis 10 und 12 sowie M. Hyo und dem PRRS Virus vom EU und US-Typ. Der Betrieb D 1 ist ein Jungsauenaufzuchtbetrieb mit 4000 Aufzuchttieren, die aus einer 1950 Sauen starken Herde stammen. Der Betrieb trägt seit 1996 durchgehend den Gesundheitsstatus „rot SPF“ ohne Zusatz. Der Betrieb liegt 1500 Meter vom nächsten schweinehaltenden Betrieb entfernt, eine Autobahn führt im Abstand von 300 Metern am Betriebsgelände vorbei. Es erfolgt kein Zukauf von lebenden Tieren in den Vermehrungsbetrieb. Das zugekaufte Sperma stammt aus PRRS-Virus-negativen Besamungsstationen. Das Betriebsgelände ist nicht eingefriedet. Der Zutritt zum Stall ist nur über die Hygieneschleuse möglich. Bei Betreten der Stallungen herrscht für die 25 Mitarbeiter sowie für Besucher die Pflicht zum Einduschen. Der Zugang zum Stall wird nur nach einer Quarantäne von 48 Stunden gestattet. Den Mitarbeitern ist der Kontakt zu weiteren schweinehaltenden Betrieben erlaubt, sofern die Quarantänezeit eingehalten wird. Die Lagerung der Kadaver erfolgt 50 Meter abseits der Stallungen. Zur Abholung werden die Tierkörper auf einen schweinefreien Betrieb verbracht. Durch die Auslagerung des Abholortes ist sichergestellt, dass das Entsorgungsfahrzeug das Betriebsgelände nicht befährt. Die Verladung von Auslieferungsjungsauen erfolgt über einen Verkaufsraum und eine abgegitterte Verladerampe. Die zum Verkauf ausgewählten Tiere werden zunächst vom Stallpersonal in den Transportraum getrieben. Dort wartet ein weiterer Mitarbeiter, der die Tiere über die Rampe auf den LKW treibt. Im Anschluss an die Verladung wird die Rampe und das seperate Stallabteil gereinigt und desinfiziert. Der Mitarbeiter mit Kontakt zum Transportfahrzeug darf die Stallungen erst am folgenden Tag wieder betreten. Alle Jungsauen aus 32 3. Material und Methode diesem Betrieb werden ausschließlich auf SPF-Transportfahrzeuge verladen. Wird ein Zuchttier auf ein anderes Transportfahrzeug verladen, verliert es unverzüglich seinen Gesundheitsstatus. Alle Transportfahrzeuge für Tiere aus Betrieben der Kategorie „rot“ müssen mit einem HEPA-Filter und einer UV-Bestrahlung für die Zuluft ausgestattet sein. Diese Vorraussetzungen gelten nicht für Tiere aus Betrieben der Kategorie „blau“. Die Bekämpfung von Schadnagern ist für Betriebe der Kategorie „rot“ durch professionelle Bekämpfungs-firmen vorgeschrieben. Die Tiere im Betrieb D 1 sind frei von Läusen, Räude, B. hyodysenteriae, toxinbildenden P. multocida, APP Serotyp 1 bis 10 und 12 sowie M. Hyo und dem PRRS Virus vom EU und US-Typ. Die Zuluft zu den Stallungen wird keinen besonderen Maßnahmen unterzogen. Die Belegung der Stallabteile erfolgt im Alles-rein-Alles-raus Verfahren. Es erfolgt kein Kleider- oder Stiefelwechsel beim Kontakt zu Tieren unterschiedlicher Altersklassen. Es werden keine vorschriftsmäßigen Impfungen der Jungsauen durchgeführt. Vielmehr werden Impfungen bei den Jungsauen vorgenommen, wenn die Endkunden oder Spediteure diese einfordern. 3.2.3 Hypor Zur Auswertung für die Hypor Deutschland GmbH lagen die Daten aus einem Schweinebestand vor. Der Betrieb H 1 steht dabei für einen Aufzuchtbetrieb mit einem hohen Gesundheitsstatus. Das Unternehmen arbeitet in Deutschland seit 2005 nach dem High Health Prinzip. Das Zuchtunternehmen arbeitet somit in allen Vermehrungs- und Aufzuchtbetrieben mit dem für den einzelnen Betrieb höchstmöglichen Gesundheitsstatus. Der Betrieb H 1 ist ein Aufzuchtbetrieb mit 2000 Ferkelplätzen und wird aus einem Sauenbetrieb mit 2500 Sauen bestückt. Beide Betriebe haben den gleichen Gesundheitsstatus. Sie sind negativ auf APP, M. Hyo und das PRRS Virus sowie unverdächtig für B. hyodysenteriae und den Erreger der Rhinitis atrophicans. Seit dem Neuaufbau der Sauenherde im Jahr 2005 mit Tiermaterial aus Spanien und dem anschließenden Neuaufbau im Ferkelaufzuchtbetrieb 2006 hat sich der Gesundheitsstatus der Betriebe nicht geändert. Der Aufzuchtbetrieb liegt in einem Abstand von 1300 Metern zum nächsten schweinehaltenden Betrieb, der außerhalb der Hauptwindrichtung liegt. Weiterhin liegt der Betrieb abseits großer Verkehrsachsen. 33 3.2 Betriebsbeschreibung Im Vermehrungsbetrieb gibt es keine zugekauften Tiere. Zugekauftes Sperma stammt aus Besamungsstationen in Frankreich sowie der Eberstation Bösewig und Fischbeck. Alle drei Stationen sind zertifiziert frei vom PRRS Virus und werden laufend daraufhin untersucht. Der Zutritt zu den Stallungen ist nur über eine Hygieneschleuse möglich, das Einduschen ist Pflicht. Der Betrieb beschäftigt keine weiteren Mitarbeiter. Besucher dürfen nachweislich mindestens 48 Stunden keinen Kontakt zu schweinehaltenden Betrieben gehabt haben. Zum Transport werden die selektierten Jungsauen über eine abgegitterte Verladerampe getrieben. Diese Rampe liegt im abgezäunten Hofinnenraum. Eine getrennte Rampe zur Verladung von Schlachttieren ist nicht vorhanden. Der Abholort des Kadaverbehälters liegt am Rand des Betriebsgeländes, und die Wege kreuzen sich zum Beispiel mit dem Fahrzeug des Futtermittellieferanten. In den Aufzuchtbetrieb werden zweimal in drei Wochen neue 25 kg schwere Ferkel eingestallt. Alle Tiere werden ausschließlich auf Betriebsfahrzeugen der Hypor Deutschland GmbH transportiert. Alle Fahrzeuge verfügen über eine Zuluftfilterung mit UV Bestrahlung und sind vollklimatisiert. Eine Zuluftfilterung für die Stallluft erfolgt nicht. Die angelieferten Ferkel werden nach Altersgruppen getrennt aufgestallt. Die Schutzkleidung sowie die Stiefel werden ausschließlich für diese Stallung verwendet. Es erfolgt kein Wechsel der Betriebskleidung zwischen Tieren unterschiedlicher Altersgruppen. Alle Abteile werden im AllesRein-Alles-Raus Verfahren belegt. Im Anschluss an den Abverkauf der Tiere erfolgt eine gründliche Reinigung und Desinfektion der Abteile sowie der Treibwege und der Verladerampe. Bei der Desinfektion findet in regelmäßigen Abständen ein Wechsel der Präparate statt. Die Jungsauen werden im Aufzuchtbetrieb im Alter von 20 bis 22 Lebenswochen einmalig gegen Erysipelothrix rhusiopathiae geimpft. 3.2.4 PIC Für das Unternehmen PIC Deutschland GmbH flossen zwei Betriebe in die Untersuchung ein. Der Betrieb P 1 ist dabei der Auswahlbetrieb mit einem hohen Gesundheitsstatus, während der Betrieb P 2 den Auswahlbetrieb für einen niedrigeren Gesundheitsstatus darstellt. Der Gesundheitsstatus von PIC-Vermehrungs- und Aufzuchtbetrieben wird im Allgemeinen anhand des Fehlens oder Vorhandenseins des PRRS Virus und M. Hyo eingeteilt (siehe Tabelle 3). 34 3. Material und Methode PRRSV M. Hyo Negativ Negativ Negativ Positiv Positiv Positiv Tabelle 3: Einteilung der PIC-Betriebe in Gesundheitskategorien. Der Betrieb P 1 ist ein Aufzuchtbetrieb, der aus einem 1950 Sauen starken Produktionsnukleus beliefert wird. Alle Ferkel der Sauenanlage werden im Auswahlbetrieb aufgezogen, die weiblichen Tiere werden nach positiver Selektion als Jungsauen verkauft. Der Gesundheitsstatus ist mit negativ auf M. Hyo und das PRRS Virus angegeben. Seit dem Neuaufbau der Sauenanlage aus einem europäischen Nukleus im Jahr 2000 ist der Gesundheitsstatus im Vermehrungs- und Aufzuchtbetrieb unverändert. Der Abstand zum nächsten schweinehaltenden Betrieb beträgt über drei Kilometer, und es befinden sich keine großen Verkehrsachsen in der Nähe. Weiterhin ist das Betriebsgelände von einer Einzäunung umgeben. Der Spermabezug für den Vermehrungsbetrieb ist ausschließlich über eine KB-Station der PIC mit einem PRRS-Virus-freien Status zulässig. Der Zutritt zum Stall ist nur über eine Hygieneschleuse möglich. Alle Personen mit Zutritt zu den Stallungen sind zum Einduschen verpflichtet. Für Mitarbeiter des Betriebes ist der Kontakt zu weiteren schweinehaltenden Betrieben untersagt. Besuchern wird der Zutritt nur mit einer durch die PIC unterzeichneten Besuchergenehmigung und einer Karenzzeit von drei Nächten und zwei Tagen gewährt. Für Mitarbeiter der PIC, zum Beispiel Regionaltierärzte, kann sich die Karenzzeit auf zwei Nächte und einen Tag reduzieren, wenn sie zuvor Zutritt in einen PIC Betrieb mit höherem oder gleichwertigem Gesundheitsstatus hatten. Der Transport von Absetzferkeln zum Aufzuchtbetrieb erfolgt auf einem betriebseigenen Fahrzeug. Nach gründlicher Reinigung und Desinfektion sowie einer Leerstandszeit von acht Tagen transportiert dasselbe Fahrzeug Jungsauen aus der Quarantänestation des Aufzuchtbetriebes zurück zum Vermehrungsbetrieb. Alle positiv selektierten Jungsauen dürfen ausschließlich auf PIC eigenen Fahrzeugen oder Fahrzeugen von Transportpartnern gefahren werden. Dabei wird angestrebt, möglichst viele 35 3.2 Betriebsbeschreibung Tiere mit „geschlossenen“ Fahrzeugen zu transportieren, die mit einer Filteranlage ausgestattet sind. Für die Fahrzeuge gelten Karenzzeiten von drei Nächten und zwei Tagen beziehungsweise zwei Nächten und einem Tag, wenn der Folgebetrieb denselben oder einen niedrigeren Gesundheitsstatus hat. Während dieser Zeit müssen die Fahrzeuge leer, gereinigt und desinfiziert am Verladestandort stehen. Schlachttiere werden über eine externe Verladerampe separat von Zuchttieren aufgeladen. Zur Unterbrechung von Infektketten erfolgt im Rahmen der internen Biosecurity eine Stiefeldesinfektion zwischen Abteilungen, die Tiere verschiedener Altersgruppen beherbergen. Weiterhin werden Altersgruppen getrennt voneinander aufgestallt und Abteilungen im AllesRein-Alles-Raus Verfahren belegt. Zusätzlich erfolgt eine Trennung der Gerätschaften für einzelne Produktionsgruppen. Es erfolgt keine Zuluftfilterung für die gesamte Stallluft. Die Jungsauen werden im Vermehrungsbetrieb in der dritten Lebenswoche gegen das Porcine Circovirus Typ 2 und L. intracellularis geimpft. Im Aufzuchtbetrieb werden die Jungsauen am 130. Lebenstag und bei Selektion am 160. Lebenstag gegen Erysipelothrix rhusiopathiae geimpft. Der Betrieb P 2 ist ein Aufzuchtbetrieb mit 1000 Plätzen. Der zugehörige Vermehrungsbetrieb hält 570 Sauen. Der Gesundheitsstatus ist mit negativ auf das PRRS Virus und M. Hyo positiv angegeben. Der Gesundheitsstatus hat sich in der Vergangenheit nicht geändert, und eine Sanierung des Betriebes in Bezug auf M. Hyo ist nicht vorgesehen. Der Abstand zum nächsten schweinehaltenden Betrieb beträgt über drei Kilometer. Der Betrieb, liegt abseits großer Verkehrsachsen und ist mit einem Zaun eingefriedigt. Ein Samenbezug für den Vermehrungsbetrieb ist nur über eine PIC-KB-Station mit PRRSVirus-negativem Gesundheitsstatus erlaubt. Zutritt zum Stall ist nur über eine Hygieneschleuse mit der Verpflichtung zum Einduschen möglich. Den Mitarbeitern des Betriebes ist weiterer Kontakt zu schweinehaltenden Betrieben untersagt. Besucher müssen Karenzzeiten von drei Nächten und zwei Tagen einhalten und erhalten nur mit Besuchergenehmigung Zutritt zur Anlage. Sofern Besucher zuvor Kontakt zu PIC Betrieben mit höherem oder gleichwertigem Gesundheitstatus hatten, verkürzt sich die Karenzzeit auf eine Nacht. Der Transport von positiv selektierten Jungsauen erfolgt auf PIC eigenen Transportfahrzeugen. Alternativ können die Tiere auch auf Fahrzeugen von Transportpartnern gefahren 36 3. Material und Methode werden. Ein Transport auf „geschlossenen“ Fahrzeugen mit Zuluftfilterung wird für möglichst viele Zuchttiere angestrebt. Aufzuchtabteile werden im Alles-Rein-Alles-Raus Verfahren belegt, und es erfolgt eine Stiefeldesinfektion zwischen Abteilungen mit Tieren unterschiedlicher Altersklassen. Weiterhin werden Treibhilfen und weitere Gebrauchsgegenstände getrennt für jede Altersklasse verwendet. Im Vermehrungsbetrieb werden die Ferkel in der ersten und dritten Lebenswoche mit einem kombinierten Impfstoff gegen M. Hyo und Haemophilus parasuis geimpft. Zusätzlich werden die Tiere in der dritten Lebenswoche gegen das Porcines Circovirus Typ 2 und L. intracellularis geimpft. Im Aufzuchtbetrieb erfolgt am 130. und 160. Lebenstag die Impfung gegen Erysipelothrix rhusiopathiae. 3.2.5 Topigs Für die TOPIGS SNW GmbH wurden die Betriebe T 1 und T 2 genauer betrachtet. T 1 ist der Betrieb mit dem SPF-Gesundheitsstatus und T 2 ein konventioneller Betrieb. Beide Betriebe sind sowohl Vermehrungs- als auch Aufzuchtbetrieb. Die firmeninterne Definition des SPF-Gesundheitsstatus beinhaltet die Unverdächtigkeit auf das PRRS Virus, APP Serotyp 1, 2, 5, 9 und 11 sowie Rhinitis athrophicans, B. hyodysenteriae, M. Hyo und Ektoparasiten. Die Zuchtbetriebe werden anhand ihres Gesundheitsstatus in eine Hygienepyramide eingeteilt. Die grobe Unterteilung erfolgt zunächst in Betriebe der Kategorie SPF und konventionelle Vermehrungsbetriebe. SPF-Betriebe sind unverdächtig auf die in der firmeneigenen SPF-Definition genannten Erreger. Als konventionell wird ein Betrieb bezeichnet, der den Status unverdächtig für einen dieser Erreger verloren hat. Innerhalb der Hygienepyramide erfolgt die Feinabstufung anhand der Anzahl der Erreger, die in einem Bestand vorhanden sind. Je weniger Erreger in einem Bestand vorhanden sind, desto höher rangiert der Betrieb innerhalb der Ebene. Der Betrieb T 1 bezieht seine Tiere aus einem Bestand mit 800 Sauen, um mit den Ferkeln einen 6500 Plätze zählenden Aufzuchtstall zu bestücken. Beide Produktionseinheiten stehen an einem Standort und befinden sich im gleichen Gebäude. Der Betrieb trägt den SPFGesundheitsstatus und ist daher unverdächtig auf das PRRS Virus, APP Serotyp 1, 2, 5, 9, 37 3.2 Betriebsbeschreibung und 11 sowie Rhinitis athrophicans, B. hyodysenteriae, M. Hyo und Ektoparasiten. Der Betrieb ist positiv auf APP Serotyp 10 und 12. Diesen Gesundheitsstatus trägt der Betrieb seit 2006. Räumlich betrachtet liegt T 1 mit etwa acht Kilometern Abstand zum nächsten schweinehaltenden Betrieb. Die größeren Verkehrsachsen haben eine Entfernung von zehn Kilometern zur Betriebsstätte. In die Sauenherde werden keine Tiere zugekauft. Der Samenbezug erfolgt über die Besamungsstation Stockhausen, deren Tiere als unverdächtig auf das PRRS Virus, APP und M. Hyo eingestuft sind. Die Hoffläche ist ringsum eingefriedet und mit einer Zu- und Abwegung ausgestattet. Über die Abwegung erfolgt der Abtransport von Flüssigmist und Kadavern. Zur Entsorgung der verendeten Tiere wird die Kadavertonne ca. 100 Meter abseits des Betriebsgeländes an der Abwegung aufgestellt. Der Zugang zum gesamten Gebäudekomplex ist nur über die Hygieneschleuse möglich. Beide Betriebszweige werden über die selbe Schleuse betreten. Die Karenzzeit für Besucher beträgt 48 Stunden. Die Zuluft zum Stall wird nicht gefiltert. Für kleine Bedarfsgegenstände ist eine Bestahlung mit UV-Licht möglich. Größere Gebinde wie beispielsweise gesackte Futtermittel werden als Quaratäne für eine Woche in einem Zwischenlager untergebracht. Erst danach werden sie in den Betrieb eingeschleust. Im Betrieb sind sechs Mitarbeiter tätig. Es besteht die Verpflichtung zum Duschen beim Betreten und Verlassen der Stallungen. Alle Tiere werden über eine abgegitterte Verladerampe ausgestallt. Die Rampe befindet sich an der Zuwegung zum Betrieb. Die Tiere werden ausschließlich auf vollklimatisierten Transportfahrzeugen verladen. In diesen LKW wird die Zuluft über einen HEPA-Filter und eine UV-Bestrahlung in das Wageninnere geleitet. Futtermittellieferungen finden ausschließlich montags statt, so dass die Transportfahrzeuge automatisch eine längere Karenzzeit haben als bei einer Belieferung nach einem Werktag. Vorgaben, dass der LKW Karenzzeiten einhalten muss, existieren nicht. Die Befüllung der Silos ist aus dem Schwarzbereich des Betriebes heraus möglich. Die Schadnagerbekämpfung wird von einer Entwesungsfirma durchgeführt. Zwischen den Stallabteilungen für Sauen und Aufzuchttiere findet kein Wechsel der Bekleidung oder des Schuhwerks statt. Der Stallrundgang beginnt prinzipiell zuerst bei den 38 3. Material und Methode jüngsten Tieren und endet bei den Ältesten. Täglich wird die Schutzkleidung gewechselt. Die Altersgruppen werden getrennt voneinander aufgestallt, und Bedarfsgegenstände werden separat für die unterschiedlichen Produktionsbereiche verwendet. Die Abteile werden im Alles-Rein-Alles-Raus Verfahren belegt. Im Anschluss an die Räumung des Abteils erfolgt eine Reinigung und Desinfektion. Die Ferkel werden in der Aufzucht mit der zehnten Lebenswoche gegen Porines Circovirus Typ 2 geimpft. Mit dem 130. und 158. Lebenstag erfolgt eine Impfung gegen Haemophilus parasuis. Der Betrieb T 2 arbeitet auch mit Sauen und Aufzucht an einer Betriebsstätte. Die Betriebsgröße ist mit 100 Sauen und 1000 Aufzuchtplätzen angegeben. Die Aufzuchtplätze befinden sich einmal in der direkten Nähe zur Sauenanlage und einmal in etwa 300 Metern Entfernung. Der Betrieb hat einen konventionellen Gesundheitsstatus. Die Tiere im Bestand werden gegen das PRRS Virus und M. Hyo geimpft. Die gesundheitliche Situation des Betriebes hat sich seit dem Jahr 2000 nicht geändert. Die Hoffläche weist einen Abstand von unter einem Kilometer zum nächsten schweinehaltenden Betrieb auf. Große Verkehrsachsen befinden sich nicht in Hofnähe. Es erfolgt kein Tierzukauf in den Betrieb. Der Samenbezug läuft über die KB-Station Stockhausen und Weser-Ems, wobei nicht für beide Besamungsstationen eine Zertifizierung als unverdächtig auf das PRRS Virus vorliegt. Die Betriebsfläche ist nicht eingezäunt. Zur Abholung der verendeten Tiere wird die Kadavertonne vom Betriebsgelände verbracht. Der Zutritt zur Sauenanlage und zur ausgelagerten Aufzucht ist jeweils nur über eine Schleuse möglich. Nur zum Besuch der Aufzuchttiere ist das Einduschen erforderlich. Im Betrieb sind keine Mitarbeiter beschäftigt. Für Mitarbeiter der Topigs gelten Karenzzeiten von mindestens einer Nacht. Besucher, die den Betrieb besichtigen möchten, müssen eine Karenzzeit von 24 Stunden einhalten. Alle Tiere werden über eine abgegitterte Verladerampe zum Transportfahrzeug getrieben. Die Rampe befindet sich am ausgelagerten Aufzuchtstall. Die Zuchttiere werden vom Betriebsleiter auf eigenen Fahrzeugen zum Endkunden transportiert. Die Befüllung der Futtersilos ist über den Schwarzbereich möglich. Die Schadnagerbekämpfung ist an ein spezialisiertes Unternehmen ausgelagert. 39 3.3 Probenanzahl und Probenhäufigkeiten Die Schutzkleidung wird für die Sauenanlage und die Ferkelaufzucht separat verwendet. Ein Umkleiden zwischen den verschiedenen Produktionsbereichen am Stammhof findet nicht statt. Ferkel werden den Altersgruppen entsprechend getrennt voneinander aufgestallt. Die Stallungen werden im Alles-Rein-Alles-Raus Verfahren belegt. Im Vermehrungsbetrieb werden die Ferkel am zehnten Lebenstag gegen das PRRS Virus und am 24. Lebenstag gegen M. Hyo geimpft. Eine Wiederholung der PRRS-Virus-Impfung erfolgt am 120. Lebenstag. 3.3 Probenanzahl und Probenhäufigkeiten In diesem Abschnitt werden die Probenanzahlen und -häufigkeiten in den ausgewählten Jungsauenaufzuchtbetrieben benannt. Die Daten werden getrennt nach den Gesundheitsstatus der Betriebe aufgeführt. 3.3.1 Probenanzahl und Probenhäufigkeiten in SPF-Betrieben Eine Zusammenstellung der Probenanzahlen und Probenhäufigkeiten für die Betriebe B 1, D 1, H 1, P 1 und T 1 findet sich in der nachfolgenden Tabelle 4. Die Betriebe P 2 und T 2 werden dabei nicht berücksichtigt, weil diese keinen SPF-Status aufweisen. In der Tabelle sind für alle Zuchtunternehmen, die in diese Untersuchung eingeflossen sind, die entsprechenden Probenanzahlen für die verschiedenen Pathogene in den SPF-Betrieben hinterlegt. Für die Pathogene, die von einzelnen Zuchtunternehmen nicht mittels Laborproben getestet werden, sind Leerfelder in der Tabelle eingerichtet. Wird das Monitoring auf einen Erreger durch einen Tierarzt während der routinemäßigen Bestandsbetreuung rein adspektorisch durchgeführt, wird dies in der Tabelle mit dem Begriff „klinisch“ angegeben. Erfolgt die Diagnostik auf den Erreger als Adspektion der Lungenveränderungen am Schlachtband, ist hierfür der Begriff „Schlacht-check“ in die Tabelle eingeflossen. Die Tabelle zeigt die jeweilige Anzahl der genommenen Proben, die Art der Proben - Blutprobe (BP), Kotprobe (KP), Kottupfer (KT) und Nasentupfer (NT) - und die Frequenz, in der die genannte Probenanzahl im Auswahlbestand gezogen wird. 40 3. Material und Methode Zuchtunternehmen BHZP (B 1) DanAvl (D 1) Hypor (H 1) PIC (P 1) Topigs (T 1) APP 16 BP alle 3 Monate 20 BP monatlich (Serotyp 2) 15 BP monatlich Schlachtcheck 15 BP alle 3 Monate B. hyodysenteriae 16 KT alle 6 Monate klinisch 5 KP alle 4 Monate 10 KP alle 6 Monate 6 Pool KP á 3 KP alle 6 Monate Erreger L. intracellularis 10 KP alle 6 Monate Klinisch 10 BP alle 2 Wochen und M. Hyo Immunhisto an 10 Lungen monatlich 16 NT alle 6 Monate und toxin16 NT alle bildende P. 6 Monate multocida (SGD) 20 BP monatlich 15 BP monatlich 30 BP monatlich 15 BP alle 3 Monate 20 NT zweimal jährlich 15 NT alle 4 Monate 20 NT alle 3 Monate 4 Pool PCR á 4 NT alle 3 Monate 15 BP alle 3 Monate Salmonella spp. 16 BP alle 3 Monate 10 BP monatlich 15 BP alle 4 Monate 10 BP alle 2 Monate und 10 KP alle 6 Monate PRRSV AK 16 BP alle 2 Monate 10 BP monatlich 15 BP montalich 30 BP monatlich 10 BP monatlich 3 Pool PCR á 5 BP alle 4 Monate 10 Pool PCR á 3 BP monatlich 2 Pool PCR á 5 BP monatlich PRRSV AG S. scabiei var suis 16 BP alle 6 Monate Klinisch Schlachtcheck alle 4 Monate je mind. 20 Tiere bei Verdacht 15 BP alle 4 Monate 15 BP alle 6 Monate alle 3 bis 4 Monate Tabelle 4: Probenanzahl und Probenhäufigkeiten in SPF-Betrieben. Aus Tabelle 4 geht hervor, dass bei APP, dem Erreger der Aktinobazilluspleuropneumonie, eine große Streuung der Probenanzahlen bei den unterschiedlichen Zuchtunternehmen 41 3.3 Probenanzahl und Probenhäufigkeiten herrscht. So werden auf dem Betrieb D 1 monatlich jeweils 20 Blutproben auf den Serotyp 2 untersucht. Weiterhin werden in dem Betrieb 50 Blutproben pro Quartal auf den Serotyp 6 getestet und weitere 20 Blutproben alle 3 Monate auf Serotyp 12. Der Serotyp 5 wird alle sechs Monate durch jeweils zehn Blutproben überprüft und für die Serotypen 1, 7 und 10 werden jährlich 20 Blutproben getestet. Im Betrieb H 1 werden unabhängig vom Serotyp monatlich 15 Blutproben auf APP untersucht. Hingegen werden im Betrieb P 1 keine Blutproben zur Diagostik von APP gezogen, hier erfolgt das Monitoring über Schlachtchecks von negativ selektierten Jungsauen. Zur Diagnostik von B. hyodysenterieae, dem Erreger der Schweinedysenterie, werden in den Betrieben H 1, P 1 und T 1 in unterschiedlichen Anzahlen und Frequenzen Kotproben gezogen. Die meisten Kotproben werden mit zehn Kotproben alle sechs Monate im Betrieb P 1 entnommen. Im Betrieb B 1 werden anstelle von Kotproben Kottupfer von Einzeltieren gezogen. Insgesamt 16 Kottupfer alle sechs Monate. Für den Betrieb D 1 erfolgt keine Probenentnahme zu Untersuchung auf B. hyodysenteriae, hier erfolgt allein eine klinische Untersuchung der Tiere des Bestandes bei den Routinebesuchen des Tierarztes als Monitoringverfahren. Proben zur Untersuchung auf L. intracellularis werden ausschließlich im Betrieb P 1 gezogen. Hier erfolgt alle sechs Monate eine Entnahme von zehn Kotproben. Für den Betrieb D 1 ist eine klinische Untersuchung des Tierbestandes während der Tierarztbesuche zum Monitoring von L. intracellularis angegeben. Jedoch wird bei klinischen Erscheinungen auch in den Betrieben B 1, H 1 und T 1 eine Probenentnahme erfolgen. In allen untersuchten Beständen erfolgt eine Probennahme zum Screening von M. Hyo. Die meisten Blutproben werden im Betrieb P 1 entnommen. Hier sind es jeden Monat 30 Blutproben, die auf M. Hyo getestet werden. Im Kontrast dazu werden im Betrieb T 1 alle drei Monate 15 Blutproben auf M. Hyo untersucht. Ausschließlich im Betrieb B 1 werden zusätzlich zu der Blutprobenentnahme auch noch Lungenstücke auf M. Hyo untersucht. Hierbei erfolgt eine Immunhistologie von zehn Lungenpräparaten im Monat, die am Schlachtband im Rahmen eines Schlachtchecks gezogen werden. Zum Screening der progressiven Rhinitis atrophicans werden in allen fünf untersuchten hochgesunden Herden Nasentupfer genommen. Auch hier werden mit 20 Nasentupfern alle drei Monate die meisten Proben auf dem Betrieb P 1 untersucht. Zweimal jährlich, im 42 3. Material und Methode Abstand von sechs Monaten, werden im Betrieb B 1 jeweils 16 Nasentupfer gezogen. Als Besonderheit kommen weitere 16 Nasentupfer alle sechs Monate dazu, die vom Schweinegesundheitsdienst untersucht werden, so dass für den Betrieb B 1 insgeamt 32 Nasentupfer alle sechs Monate zur Untersuchung auf toxinbildene P. multocida entnommen werden. Ebenfalls besonders ist die Probenentnahme vom Betrieb T 1. Hier erfolgt alle drei Monate eine Probenentnahme, jedoch werden im Betrieb T 1 jeweils vier Poolproben aus je vier Nasentupfern untersucht. Auch eine Untersuchung auf Salmonella spp. findet in allen untersuchten Beständen statt. So werden monatlich zehn Blutproben im Betrieb D 1 zu Salmonellendiagnostik gezogen. 15 Blutproben werden im Betrieb H 1 zur Salonellendiagnostik gezogen, jedoch ist das Intervall in diesem Betrieb auf alle vier Monate festgesetzt. Ausschließlich im Betrieb P 1 werden zusätzlich zu den zehn Blutproben, die alle zwei Monate gezogen werden, weitere zehn Kotproben alle sechs Monate auf Salmonella spp. untersucht. Für die Diagnostik des PRRS Virus wird im Hinblick auf die Probenanzahl und Probenhäufigkeit zwischen der Untersuchung auf Antikörper mittels ELISA und von Antigenen in der PCR unterschieden. Die Untersuchung auf PRRS-Virus-Antikörper durch den ELISA ist in allen untersuchten Betrieben gängige Praxis. In H 1 und P 1 werden monatlich Blutproben gezogen, jedoch sind dies für H 1 jeweils 15 und für P 1 jeweils 30 Blutproben. Im Betrieb B 1 hingegen werden alle zwei Monate je 16 Blutproben auf Antikörper gegen das PRRS Virus untersucht. Ein Monitoring auf PRRS-Virus-Antigen durch PCR Nachweis erfolgt in den Betrieben H 1, P 1 und T 1. Für die PCR werden in allen drei Betrieben Poolproben verwendet. In H 1 erfolgt die Untersuchung alle vier Monate in Form von drei Poolproben, die aus jeweils fünf Blutproben entstehen. In P 1 werden monatlich zehn Poolproben untersucht, die aus je drei Blutproben gemischt werden. Im Betrieb T 1 findet ebenfalls eine monatliche Untersuchung statt, hier werden jeweils fünf Blutproben für eine Poolprobe verwendet und zwei Poolproben zum Monitoring verschickt. In den Betrieben B 1 und D 1 findet keine Untersuchung auf PRRS-Virus-Antigen statt. Die Untersuchung auf Sarcoptes-Räude, verursacht durch S. scabiei var suis, ist nicht in allen untersuchten Betrieben Teil des Monitoringverfahrens. Im Betrieb P 1 erfolgt keine gesonderte Untersuchung auf Sarcoptes Räude, sondern nur bei klinischem Verdacht. Auch 43 3.3 Probenanzahl und Probenhäufigkeiten im Betrieb D 1 werden die Tiere klinisch bei dem Bestandsbesuch des Tierarztes auf Räude untersucht. Blutproben werden in den Betrieben B 1, H 1 und T 1 gezogen. Für den Betrieb H 1 werden 15 Blutproben entnommen, wobei das Probenintervall auf alle vier Monate festgesetzt ist. In einigen Betrieben wird zum Monitoring von Lungenbefunden von Zeit zu Zeit ein Schlachtcheck von ausselektierten Tieren durchgeführt. Für den Betrieb D 1 wird ein Schlachtcheck im Falle eines Verdachtes durchgeführt, der durch klinische Erscheinungen im Bestand entsteht. Für die Betriebe B 1 und P 1 werden auch ohne einen Verdacht routinemäßig Schlachtchecks angewandt. Für B 1 erfolgen diese Checks alle vier Monate, wobei immer mindestens 20 Tiere pro Schlachthofbesuch untersucht werden. Für P 1 ist keine konkrete Anzahl von Schlachttieren festgeschrieben, aber auch hier erfolgen die Checks im Abstand von etwa drei bis vier Monaten. Zur Verbesserung der Übersichtlichkeit und der Vereinfachung der Vergleichbarkeit sind in Tabelle 5 die Probenanzahlen der Betriebe B 1, D 1, H 1, P 1 und T 1 bezogen auf ein Kalenderjahr aufgeführt. Wie auch schon für Tabelle 4 beschrieben, stehen leere Felder für die Pathogene, die von einzelnen Zuchtunternehmen nicht mittels Laborproben getestet werden. Die Bezeichnung „klinisch“ wird verwendet, wenn eine Erkrankung durch einen Erreger vom Tierarzt während der routinemäßigen Bestandsbetreuung rein adspektorisch erfasst wird. Erfolgt die Diagnostik auf den Erreger als Adspektion der Lungenveränderungen am Schlachtband, ist hierfür der Begriff „Schlachtcheck“ in die Tabelle eingeflossen. 44 3. Material und Methode Zuchtunternehmen BHZP (B 1) DanAvl (D 1) Hypor (H 1) PIC (P 1) Topigs (T 1) APP 64 BP 240 BP (Serotyp 2) 180 BP Schlachtcheck 60 BP B. hyodysenteriae 32 KT Klinisch 15 KP 20 KP 12 Pool KP á 3 KP Erreger L. intracellularis M. Hyo Toxinbildende P. multocida Klinisch 260 BP und Immunhisto an 120 Lungen 32 NT und 32 NT (SGD) 20 KP 240 BP 180 BP 360 BP 60 BP 40 NT 45 NT 80 NT 16 Pool PCR á 4 NT Salmonella spp. 64 BP 120 BP 45 BP 60 BP und 20 KP 60 BP PRRSV AK 96 BP 120 BP 180 BP 360 BP 120 BP 9 Pool PCR á 5 BP PRRSV AG S. scabiei var suis 32 BP Klinisch Schlachtcheck 3 Checks mind. 60 Tiere bei Verdacht 120 Pool PCR 24 Pool PCR á 3 BP á 5 BP 45 BP 30 BP 3 bis 4 Checks Tabelle 5: Summe der Proben in einem Kalenderjahr in SPF-Betrieben. Durch Tabelle 5 werden die Unterschiede in den Probenanzahlen und -häufigkeiten deutlich. So ist auf einen Blick ersichtlich, dass in Bezug auf APP die untersuchten Proben pro Jahr zwischen 60 Blutproben auf dem Betrieb T1 und 240 Blutproben bei D 1, die auf den Serotyp 2 untersucht werden, schwanken. Jährlich werden für den Betrieb D 1 weiterhin 200 Blutproben auf Serotyp 6, 80 Blutproben auf Serotyp 12, 20 Blutproben auf Serotyp 5 und 20 Blutproben auf die Serotypen 1, 7 und 10 getestet. Im Betrieb P 1 werden keine Blutproben zur Untersuchung von APP gezogen. Hier erfolgt die Diagnostik über einen regelmäßig durchgeführten Schlachtcheck. 45 3.3 Probenanzahl und Probenhäufigkeiten In Bezug auf die Untersuchung auf B. hyodysenteriae schwanken die Probenanzahlen zwischen einer klinischen Untersuchung im Betrieb D 1 und 32 Kottupfern pro Jahr auf dem Betrieb B 1. Der Betrieb P 1 ist der einzige, auf dem Proben zur Untersuchung auf L. intracellularis gezogen werden. Pro Jahr sind dies 20 Kotproben. In allen anderen untersuchten Beständen werden nur dann Proben zur Untersuchung versendet, wenn im Bestand klinische Erscheinungen auftreten. Die Probenanzahlen zur Untersuchung auf M. Hyo schwanken zwischen 360 Blutproben pro Jahr auf dem Betrieb P1 und 60 Blutproben auf dem Betrieb T 1. Zusätzlich zur Untersuchung von 260 Blutproben pro Jahr erfolgt ausschließlich auf dem Betrieb B 1 eine immunhistologische Untersuchung von 120 Lungenproben pro Jahr. Die Streuung in Bezug auf die Anzahl der Nasentupfer zur Diagnostik von toxinbildenden P. multocida reicht von 80 Nasentupfern im Betrieb P 1 bis hin zu 16 Proben als Poolproben aus je vier Nasentupfern im Betrieb T 1. Die meisten Proben zur Salmonellendiagnostik werden mit 120 Blutproben pro Jahr im Betrieb D 1 gezogen, die wenigsten mit 45 Blutproben pro Jahr im Betrieb H 1. Ausschließlich im Betrieb T 1 werden zu den 60 Blutproben pro Jahr auch 20 Kotproben auf Salmonellen untersucht. Die Probenanzahlen zur Ermittlung von PRRS-Virus-Antikörpern im Blut schwanken in den untersuchten Betrieben deutlich. So werden im Betrieb T 1 360 Blutproben pro Jahr untersucht, hingegen sind es 96 Blutproben im Jahr im Betrieb B 1. Die Untersuchung auf PRRS-Virus-Antigen durch PCR erfolgt ausschließlich in den Betrieben H 1, P 1 und T 1. In den Betrieben H 1 und T 1 werden jeweils fünf Blutproben zu einer Poolprobe verwendet. Pro Jahr werden von diesen Poolproben im Betrieb H 1 neun Proben auf PRRS-Virus-Antigen untersucht, und im Betrieb T 1 werden 24 Poolproben auf PRRSVirus-Antigen getestet. Im Betrieb P 1 werden nur drei Blutproben für eine Poolprobe verwendet und insgesamt pro Jahr 120 Poolproben auf das Vorhandensein von PRRS-VirusAntigen untersucht. Zur Diagnostik der Schweineräude erfolgt eine Blutprobenentnahme nur in den Betrieben B 1, T 1 und P 1. Hierbei schwanken die Probenanzahlen von 45 Blutproben im Jahr für P 1, über 32 Blutproben im Jahr bei B 1 und 30 Blutproben pro Jahr für T1. 46 3. Material und Methode Schlachtchecks zur Ermittlung von makroskopischen Veränderungen am Schlachttier erfolgen regelmäßig für die Betriebe B 1 und P 1. So sind im Betrieb B 1 routinemäßig drei Schlachtchecks pro Jahr vorgesehen, wobei insgesamt mindestens 60 Tiere pro Jahr in die Untersuchung einfließen müssen. Im Betrieb P 1 erfolgen drei bis vier Schlachtchecks pro Jahr ohne Angabe von Tierzahlen. Für den Betrieb D 1 werden Schlachtchecks nur im Zusammenhang mit klinischen Verdachtsmomenten im Bestand durchgeführt. 3.3.2 Probenanzahl und Probenhäufigkeiten in nicht SPF-Betrieben Die nachfolgende Tabelle 6 zeigt die Probenanzahl und -häufigkeiten für die verschiedenen Pathogene in Bezug auf die Betriebe P 2 und T 2. Hierbei stehen die Betriebe P 2 und T 2 für Bestände mit niedrigerem Gesundheitsstatus. Für die Pathogene, die von den zwei Zuchtbetrieben nicht mittels Laborproben getestet werden, sind Leerfelder in der Tabelle verzeichnet. Erfolgt die Diagnostik auf den Erreger als Adspektion der Lungenveränderungen am Schlachtband, ist hierfür der Begriff „Schlachtcheck“ in die Tabelle eingetragen. Die Tabelle zeigt die Probenanzahl, die Art der Proben und die Häufigkeit, in der die angegebenen Proben in dem untersuchten Bestand gezogen werden. 47 3.3 Probenanzahl und Probenhäufigkeiten Zuchtunternehmen PIC (P 2) Topigs (T 2) APP Schlachtcheck 15 BP alle 6 Monate B. hyodysenteriae 3 KP alle 6 Monate 6 Pool KP á 3 KP alle 6 Monate L. intracellularis 3 KP alle 6 Monate M. Hyo Schlachtcheck toxinbildende P. multocida 20 NT alle 4 Monate und 10 NT (SGD) alle 6 Monate 2 Pool PCR á 4 NT alle 3 Monate Salmonella spp. 3 KT alle 6 Monate und 10 BP alle 2 Monate 15 BP alle 3 Monate PRRSV AK 20 BP alle 2 Monate PRRSV AG 7 Pool PCR á 3 BP alle 2 Monate Erreger 15 BP alle 6 Monate S. scabiei var suis SchlachtCheck mind. alle 12 Monate alle 6 Monate Tabelle 6: Probenanzahl und Probenhäufigkeiten in nicht SPF-Betrieben. Aus Tabelle 6 geht hervor, dass im Betrieb T 2 alle sechs Monate 15 Blutproben zur Diagnostik von APP entnommen werden. Im Betrieb P 2 hingegen findet keine routinemäßige Laboruntersuchung auf APP statt. Dafür werden im Betrieb P 2 mindestens einmal im Jahr die Lungen von negativ selektierten Jungsauen im Rahmen eines Schlachtchecks auf APP hin beurteilt. 48 3. Material und Methode Labordiagnostische Untersuchungen zum Nachweis von B. hyodysenteriae werden sowohl im Betrieb P 2 als auch im Betrieb T 2 halbjährlich durchgeführt. Hierbei werden im Betrieb P 2 drei Kotproben und im Betrieb T 2 sechs Poolproben aus je drei Kotproben zur Untersuchung entnommen. Ebenfalls alle sechs Monate erfolgt für den Betrieb P 2 anhand dreier Kotproben eine Diagnostik auf L. intracellularis. Im Betrieb T 2 werden keine Proben zur Diagnostik von L. intracellularis entnommen. Ebenfalls werden keine Proben zur Untersuchung auf M. Hyo entnommen, weder im Betrieb P 2 noch im Betrieb T 2. Jedoch erfolgt im Betrieb P 2 ein Schlachtcheck zum Monitoring von M. Hyo. Das Monitoring auf toxinbildende P. multocida findet im Betrieb P 2 durch 20 Nasentupfer statt, die alle vier Monate entnommen werden, und zusätzlich durch 10 Nasentufper, die halbjährlich durch den Schweinegesundheitsdienst entnommen werden. Im Betrieb T 2 werden alle drei Monate zwei Poolproben auf toxinbildende P. multocida hin untersucht, wobei jede Poolprobe aus vier Nasentupfern besteht. Die Salmonellendiagnostik findet im Betrieb T 2 durch 15 Blutproben statt, die alle drei Montate gezogen werden. Im Betrieb P 2 hingegen werden zusätzlich zu den zehn Blutproben, die alle zwei Monate gezogen werden, drei Kottupfer alle sechs Monate auf Salmonellen untersucht. Proben zur Untersuchung auf PRRS-Virus-Antikörper oder Antigen werden im Betrieb T 2 nicht gezogen. Im Betrieb P 2 werden sowohl Proben zur Untersuchung auf Antikörper als auch auf Antigen entnommen. Antikörperuntersuchungen finden mittels ELISA alle zwei Monate mit jeweils 20 Blutproben statt. Ebenfalls alle zwei Monate erfolgt eine PCR Untersuchung, wobei hier sieben Poolproben als Sammelprobe aus jeweils drei Einzelblutproben zur Untersuchung verwendet werden. Eine Probenentnahme zum Monitoring von Räudemilbenbefall findet im Betrieb P 2 nicht statt. Im Betrieb T 2 hingegen werden alle sechs Monate 15 Blutproben auf Antikörper gegen S. scabiei var suis untersucht. Schlachtckecks finden für beide Betriebe statt. So werden im Betrieb T 2 alle sechs Monate Geschlinge und Schlachtkörper von ausselektierten Jungsauen bewertet, und im Betrieb P 2 erfolgt eine solche Untersuchung mindestens einmal alle zwölf Monate. 49 3.3 Probenanzahl und Probenhäufigkeiten Zur Verbesserung der Übersichtlichkeit und der Vereinfachung der Vergleichbarkeit sind in der nachfolgenden Tabelle 7 die Probenanzahlen für die beiden nicht SPF-Betriebe P 2 und T 2 bezogen auf ein Kalenderjahr dargestellt. Zuchtunternehmen PIC (P 2) Topigs (T 2) APP Schlachtcheck 30 BP B. hyodysenteriae 6 KP 12 Pool KP á 3 KP L. intracellularis 6 KP Erreger M. Hyo toxinbildende P. multocida 60 NT und 20 NT (SGD) 8 Pool PCR á 4 NT Salmonella spp. 6 KT und 60 BP 60 BP PRRSV AK 120 BP PRRSV AG 42 Pool PCR á 3 BP S. scabiei var suis Schlachtcheck 30 BP mind. jährlich mind. 2 mal jährlich Tabelle 7: Summe der Proben in einem Kalenderjahr in nicht SPF-Betrieben. Durch Tabelle 7 wird ersichtlich, dass im Betrieb T 2 30 Blutproben pro Jahr zur Diagnostik von APP gezogen werden, wohingegen im Betrieb P 2 ausschließlich eine Untersuchung von Lungen am Schlachtband zur Diagnostik von APP angewendet wird. Auf ein Kalenderjahr hochgerechnet werden im Betrieb P 2 sechs Kotproben und im Betrieb T 2 zwölf Poolproben aus je drei Kotproben auf B. hyodysenteriae untersucht. Ebenfalls sechs Kotproben im Jahr werden im Betrieb P 2 auf L. intracellularis untersucht. Eine Untersuchung auf L. intracellularis erfolgt im Betrieb T 2 nicht. Ebenfalls findet in beiden nicht SPFBetrieben keine Untersuchung auf M. Hyo statt. 50 3. Material und Methode Die Probenanzahlen zur Diagnostik von toxinbildenden P. multocida summieren sich im Jahr im Betrieb P 2 auf insgesamt 80 Nasentupfer, wobei hierbei 20 Nasentupfer durch den Schweinegesundheitsdienst entnommen werden. Im Betrieb P 2 hingegen werden pro Jahr acht Poolproben als Summe aus vier Nasentupfern auf toxinbildende P. multocida untersucht. Sowohl im Betrieb P 2 als auch im Betrieb T 2 werden pro Jahr 60 Blutproben zur Diagnostik von Salmonellen entnommen. Zusätzlich zu den Blutproben werden im Betrieb P 2 sechs Kottupfer pro Jahr auf Salmonellen untersucht. Der Betrieb T 2 entnimmt keine Proben zur Untersuchung auf das PRRS Virus. Anders ist dies hingegen im Betrieb P 2, der im Jahr 120 Blutproben auf Antikörper und 42 Poolproben als Gemisch aus je drei Einzelblutproben auf Antigen des PRRS Virus untersuchen lässt. Der Betrieb P 2 zieht keine Proben zur Ermittlung von Antikörpern gegen Schweineräude. Im Betrieb T 2 werden hierfür pro Jahr 30 Blutproben entnommen. Der Schlachtcheck erfolgt für den Betrieb P 2 einmal pro Jahr und für den Betrieb T 2 zweimal pro Jahr. 3.4 Erregernachweise und Testsicherheit Bei den fünf untersuchten Zuchtunternehmen wird bei den verwendeten Tests zum Erregernachweis nicht zwischen Proben aus Betrieben mit SPF-Status und konventionellem Gesundheitsstatus unterschieden. Die im Folgenden aufgeführten Testmethoden für die verschiedenen Pathogene werden daher sowohl in den untersuchten Betrieben mit konventionellen als auch in den SPF-Betrieben angewendet. 3.4.1 Actinobacillus pleuropneumoniae Alle routinemäßigen Laboruntersuchungen auf APP in den Monitoringprogrammen der unterschiedlichen Zuchtunternehmen sind Antikörperuntersuchungen. Eine Übersicht der verwendeten Testmethoden findet sich in Tabelle 8. 51 3.4 Erregernachweise und Testsicherheit Zuchtunternehmen BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs IDvet ID Screen® APP DTU Vet hauseigener blocking ELISA (Serotyp 2) IDEXX APP-ApxIV Ab Test Schlachtcheck IDEXX APP-ApxIV Ab Test Erreger APP Tabelle 8: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf A. pleuropneumoniae. Die Proben für den Auswahlbetrieb des BHZP werden mit dem ID Screen® APP untersucht, einem Screening ELISA der Firma IDvet. Die Blutproben der Zuchtunternehmen Hypor und Topigs hingegen werden mit dem APP-ApxIV Ab Test der Firma IDEXX getestet. Der ID Screen® APP erfasst die Serotypen 1 bis 12 und beweist in Studien eine Spezifität von 98,9 % (LESCEU und POURQUIER, 2011). Der IDEXX APP-ApxIV Ab Test umfasst alle Serotypen von APP und hat eine Sensitivität von 93,8 % und eine Spezifität von 100 % (DREYFUS et al., 2004). Der IDEXX APP-ApxIV Ab Test stimmt im Vergleich zu 96 % mit Typisierungstests überein, für den IDvet ID Screen® APP liegt die Übereinstimmung mit den Typisierungstests bei 88 % (BRACKMANN und BAIER, 2011). Im Vergleich des IDEXX APP-ApxIV Ab Test mit dem IDvet ID Screen® APP liegt die Übereinstimmung der Resultate bei 84 % (BRACKMANN und BAIER, 2011). Insgesamt erscheint der IDvet ID Screen® APP weniger sensitiv, jedoch ist er spezifischer (BRACKMANN und BAIER, 2011). Der Nachweis von APP im Zuchtunternehmen DanAvl erfolgt bezogen auf den Serotyp. So werden die Blutproben zur Untersuchung auf APP mit Typisierungstests und nicht mit Screeningtest untersucht. Hierfür wird für die Serotypen 5, 6, 7, 10 und 12 jeweils ein einzelner, hauseigener, indirekter ELISA des DTU Vet angewendet (ANDRESEN, 2015). Der Test auf den Serotyp 2 erfolgt mittels hauseigenem blocking ELISA und der Test auf Serotyp 1 mittels Komplementbindungsreaktion (ANDRESEN, 2015; NIELSEN, 1982; NIELSEN et al., 1991). Die Spezifität der Tests reicht von 98 % bzw. 98,4 % für die Tests auf die Serotypen 5 und 7, über 99 % für den Test auf Serotyp 6, bis hin zu 99,7 % bzw. 99,8 % für die Tests auf die Serotypen 2 und 10 (ANDRESEN, 2015; KLAUSEN et al., 2002; KLAUSEN et al., 2007; NIELSEN et al., 1991). Die Spezifität für die Tests auf die Serotypen 1 und 12 werden mit 100 % angegeben (NIELSEN, 1982; ANDRESEN, 2015). Die Sensitivität der Tests auf die Serotypen 5, 7, 10 und 12 ist jeweils mit 100 % ausgewiesen, die 52 3. Material und Methode Sensitivität für den Test auf Serotyp 2 liegt bei 92,7 % und für den Serotyp 6 bei 98 % (KLAUSEN et al., 2002; KLAUSEN et al., 2007; ANDRESEN, 2015). 3.4.2 Brachyspira hyodysenterieae Die verschiedenen Labormethoden zum Nachweis einer Infektion mit B. hyodysenterieae reichen von der Kultur über die Kultur mit einer anschließenden PCR bishin zum direkten PCR-Nachweis ohne vorherige Kultivierung des Erregers. Die Übersicht der Nachweismethoden liefert Tabelle 9. Zuchtunternehmen BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs Klinisch ADIAGENE ADIAVET® BRACHY REALTIME Kultur und PCR nach Rohde Kultur Erreger B. hyodysenteriae Kultur und PCR nach Rohde Tabelle 9: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf B. hyodysenteriae. Für die Topigs erfolgt der Nachweis auf B. hyodysenteriae durch die Anzucht des Erregers. Für die beiden Zuchtunternehmen BHZP und PIC wird der Nachweis von B. hyodysenteriae durch die Kultivierung des Erregers mit anschließender Differenzierung verdächtiger Kolonien durch die PCR nach Rohde geführt. Diese PCR differenziert B. hyodysenteriae, B. pilosicoli, B. intermedia, B. murdochii und B. innocens (ROHDE et al., 2002). Für die Hypor werden die eingesendeten Proben ohne vorherige Kultivierung direkt mit dem ADIAVET® BRACHY REALTIME der Firma ADIAGENE getestet. Diese PCR wird direkt aus dem Probenmaterial angewendet und macht eine Differenzierung von B. hyodysenteriae und B. pilosicoli möglich (ADIAGENE Instruction Manual, 2014). Die Sensitivität des ADIAVET® BRACHY REALTIME liegt bei 100 % bei einer Nachweisgrenze von 17,5 Kopien von B. hyodysenteriae/PCR und 28,75 Kopien von B. pilosicoli/PCR (ADIAGENE Instruction Manual, 2014). Weiterhin sind in Studien keine Kreuzreaktion zu anderen Erregern festgestellt worden, so dass der Testkit spezifisch für B. hyodysenteriae und B. pilosicoli ist (ADIAGENE Instruction Manual, 2014). 53 3.4 Erregernachweise und Testsicherheit 3.4.3 Lawsonia intracellularis Proben zur Untersuchung auf L. intracellularis werden nur von der PIC zum Labor geleitet. Den verwendeten Test zeigt Tabelle 10. Zuchtunternehmen BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs Erreger IVD hauseigene PCR nach Böhmer L. intracellularis Tabelle 10: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf L. intracellularis. Die Proben zur Untersuchung auf L. intracellularis der PIC werden durch die IVD GmbH mittels einer hauseigenen PCR nach Böhmer getestet. Die Nachweisgrenze für diese PCR liegt bei etwa 100 Genomen pro Reaktion (BÖHMER, 2015). Die Spezifität wurde an einem Panel von bakteriellen Erregern bestimmt, wobei keine Kreuzreaktionen aufgetreten sind (BÖHMER, 2015). 3.4.4 Mycoplasma hyopneumoniae Alle routinemäßigen Blutanalysen Monitoringprogrammen der zur Untersuchung unterschiedlichen auf M. Zuchtunternehmen Hyo in dienen den dem Antikörpernachweis. Eine Übersicht der verwendeten Testmethoden findet sich in Tabelle 11. Zuchtunternehmen BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs IDEXX M. hyo. Ab Test DTU Vet hauseigener blocking ELISA IDEXX M. hyo. Ab Test IDEXX M. hyo. Ab Test IDEXX M. hyo. Ab Test Erreger M. Hyo Tabelle 11: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf M. hyopneumoniae. Für die Unternehmen BHZP, Hypor, PIC und Topigs erfolgt die Untersuchung auf Antikörper gegen M. Hyo durch den M. hyo. Ab Test der Firma IDEXX. 54 3. Material und Methode Dieser Test zeigt in Studien eine diagnostische Sensitivität von 81,8 % und eine diagnostische Spezifität von 99,67 % (IDEXX Validation Data Report Mycoplasma hyopneumoniae Antibody Test Kit, 2008). Die Proben aus dem DanAvl Betrieb werden mithilfe eines hauseigenen blocking ELISA im DTU Vet geprüft. Bei diesem Test werden auf Herdenbasis sowohl die Sensitivität als auch die Spezifität mit 100 % angegeben (SøRENSEN et al., 1997). 3.4.5 Toxinbildende Pasteurella multocida Die Labormethoden zum Nachweis toxinbildender P. multocida variieren von der Vorkultivierung des Erregers mit anschließender PCR über einen direkten Nachweis durch einen kommerziellen Antitoxin ELISA bis hin zur Untersuchung der Proben durch eine hauseigene PCR der IVD GmbH. Eine Übersicht zeigt Tabelle 12. Zuchtunternehmen BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs Vorkultur und PCR nach Hotzel OXOID PMT ELISA OXOID PMT ELISA Vorkultur und PCR nach Hotzel IVD hauseigene PCR Erreger toxinbildende P. multocida Tabelle 12: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida. Die Proben der Topigs werden mittels der hauseigenen PCR der IVD GmbH untersucht. Diese PCR ist eng an die PCR von Lichtensteiger et al. (1996) angelehnt, die untere Nachweisgrenze liegt bei etwa 100 Genomen pro Reaktion (BÖHMER, 2015). Die Spezifität wurde an einem Panel von bakteriellen Erregern bestimmt, wobei sich keine Kreuzreaktionen ergeben haben (BÖHMER, 2015). Für die Proben der Hypor und der DanAvl werden der PMT ELISA der Firma OXOID verwendet. Der OXOID PMT ELISA hat in Vergleichsstudien mit einem hauseigenen PMT ELISA des Danish National Veterinary Institute sowohl 100 % Übereinstimmung bei den positiven als auch bei den negativen Testergebnissen geliefert (FOGED et al., 1988; DEAN et al., 2009). Die Proben des BHZP und PIC werden zunächst vorkultiviert und im Anschluss mit der PCR nach Hotzel weiteruntersucht. Die PCR nach Hotzel ergibt in einem Vergleich mit einem ELISA gute Übereinstimmungen in den Testergebnissen (HOTZEL et al., 1997). Eine Untersuchung der Proben ohne Vorkultivierung des Erregers ist mit dieser PCR ebenfalls möglich (HOTZEL et al., 1997). 55 3.4 Erregernachweise und Testsicherheit 3.4.6 Salmonella spp. Die Screeningverfahren der unterschiedlichen Zuchtunternehmen zum Nachweis von Salmonella spp. umfassen sowohl den direkten Salmonellennachweis mittels Anzucht, als auch den Antikörpernachweis durch unterschiedliche Testkits. Tabelle 13 zeigt die verschiedenen verwendeten Labormethoden zum Nachweis von Salmonella spp.. Zuchtunternehmen BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs IDEXX Swine Salmonella Ab Test DTU Vet hauseigener indirekter ELISA LDL PIGTYPE® Salmonella Ab Anzucht; IDEXX Swine Salmonella Ab Test IDEXX Swine Salmonella Ab Test Erreger Salmonella spp. Tabelle 13: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf Salmonella spp.. Eine Untersuchung auf Antikörper gegen Salmonella spp. erfolgt in allen fünf Zuchtunternehmen. Ausschließlich für die PIC werden jedoch zusätzlich zur Antikörperuntersuchung Kotproben zur kulturellen Untersuchung ans Labor verschickt. Die Antikörperuntersuchung erfolgt für die Unternehmen BHZP, PIC und Topigs durch den IDEXX Swine Salmonella Ab Test. In Studien erreicht der IDEXX Swine Salmonella Ab Test eine diagnostische Spezifität von 99,4 % und eine gute Sensitivität (IDEXX Validation Data Report IDEXX Swine Salmonella Ab Test, 2011). Proben der Hypor werden durch den PIGTYPE ® Salmonella Ab des LDL untersucht. In Studien erreicht der PIGTYPE® Salmonella Ab eine diagnostische Sensitivität und Spezifität von jeweils 100 % (LDL Gebrauchsinformation PIGTYPE ® Salmonella Ab ELISA Kit for the Detection of Antibodies to Salmonella spp., 2013). Die DanAvl lässt ihre Proben zur Untersuchung auf Salmonellenantikörper mittels eines DTU Vet hauseigenen indirekten ELISA testen. Dieser ELISA eignet sich auf Herdenbasis zum Nachweis einer Infektion mit Sal. typhimurium oder Sal. infantis (NIELSEN et al., 1995). 3.4.7 Porcines Respiratorisches und Reproduktives Syndrom Virus Bei der Untersuchung auf das PRRS Virus in den Monitoringprogrammen der Zuchtunternehmen muss zwischen der Bestimmung von Antikörpern und Antigen unterschieden werden. In allen fünf Unternehmen werden Antikörperuntersuchungen durchgeführt. In Tabelle 14 56 3. Material und Methode befindet sich die Übersicht über die verwendeten Testverfahren zum Nachweis von PRRSVirus-Antikörpern. Zuchtunternehmen BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs IDEXX PRRS X3 Ab Test DTU Vet hauseigener blocking ELISA IDEXX PRRS X3 Ab Test IDEXX PRRS X3 Ab Test IDEXX PRRS X3 Ab Test Erreger PRRSV AK Tabelle 14: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf Antikörper gegen PRRSV. Aus Tabelle 14 geht hervor, dass für die Unternehmen BHZP, Hypor, PIC und Topigs die Untersuchungen auf Antikörper gegen das PRRS Virus mit dem PRRS X3 Ab Test der Firma IDEXX erfolgen. Der IDEXX PRRS X3 Ab Test beweist in Studien eine diagnostische Spezifität von 99,9 % und eine diagnostische Sensitivität von 98,8 % (IDEXX Validation Data Report IDEXX PRRS X3 Ab Test, 2011). Die Proben der DanAvl werden im DTU Vet mit einem hauseigenen blocking ELISA getestet. Dieser blocking ELISA ist geeignet zur Unterscheidung zwischen Antikörpern gegen den EU und den US-Typ des PRRS Virus (SøRENSEN et al., 1998). In den drei Unternehmen Hypor, PIC und Topigs werden zusätzlich zur Antikörperuntersuchung auch Proben auf Antigen des PRRS Virus untersucht. Einen Vergleich der vorgenommen Antigentests liefert Tabelle 15. Zuchtunternehmen BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs LDL VIROTYP® PRRSV Tetracore EZ-PRRSVTM MPX 4.0 LDL VIROTYP® PRRSV Erreger PRRSV AG Tabelle 15: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf PRRSV Antigen. Zur Untersuchung auf Antigen des PRRS Virus werden zwei verschiedene Testverfahren verwendet. Für die Topigs und Hypor findet der VIROTYP ® PRRSV der Firma LDL Anwendung, wohingegen die Proben der PIC durch den EZ-PRRSVTM MPX 4.0 der Firma Tetracore getestet werden. Der Tetracore EZ-PRRSVTM MPX 4.0 ist geeignet zum Nachweis von US 57 3.4 Erregernachweise und Testsicherheit und EU-Typ des PRRS Virus (KITTAWORNRAT et al., 2014). In einer Studie sind der EZPRRSVTM MPX 4.0 und der PRRS X3 Ab Test in sechs verschiedenen Laboren an 90 Serumproben von Tieren geprüft worden, die zuvor gegen das PRRS Virus geimpft worden waren (OLSEN et al., 2013). Für den PRRS X3 Ab Test sind 96 - 97 % der geimpften Tiere Antikörper positiv, für den EZ-PRRSVTM MPX 4.0 sind zwischen 91 - 97 % der Proben RNA positiv getestet worden (OLSEN et al., 2013). Der VIROTYP® PRRSV der Firma LDL wird zur Untersuchung für die Proben der Hypor und Topigs verwendet und weist ebenfalls sowohl den US als auch den EU-Typ nach (LDL Gebrauchsinformation VIROTYPE® PRRSV, 2013). Die diagnostische Sensitivität des VIROTYP® PRRSV liegt bei 95,3 % und die diagnostische Spezifität bei 100 % (LDL Gebrauchsinformation VIROTYPE® PRRSV, 2013). 3.4.8 Sarcoptes scabiei var suis Der angewendete Test zum Monitoring auf S. scabiei var suis ist ein Antikörpernachweis und wird für drei der fünf Zuchtunternehmen durchgeführt. Die Übersicht zum Monitoring auf S. scabiei var suis bietet Tabelle 16. Zuchtunternehmen BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs Erreger S. scabiei var suis AFOSA SARCOPTES ELISA 2001® PIG AFOSA SARCOPTES ELISA 2001® PIG AFOSA SARCOPTES ELISA 2001® PIG Tabelle 16: Übersicht der verwendeten Tests zur Untersuchung auf S. scabiei var suis. Die Unternehmen BHZP, Hypor und Topigs lassen Blutproben auf Antikörper gegen S. scabiei var suis untersuchen. Der hierfür verwendete Test ist bei allen drei Unternehmen der SARCOPTES-ELISA 2001® PIG der Firma AFOSA. Dieser Test wurde in Studien untersucht und erreicht eine Sensitivität von 94 % und eine Spezifität von 97 % (AFOSA Gebrauchsinformation SARCOPTES-ELISA 2001® PIG, 2015). 58 4. Ergebnisse 4. Ergebnisse Im folgenden Abschnitt erfolgt zunächst die Beschreibung der Umsetzung des Begriffs „spezifisch pathogenfrei“ in den Jungsauenaufzuchtbeständen der ausgewählten Zuchtunternehmen. Im weiteren Verlauf werden die Probenanzahlen und -häufigkeiten innerhalb der SPF-Bestände und innerhalb der konventionellen Bestände verglichen. Zum Abschluss erfolgt der Vergleich der Probenanzahlen und -häufigkeiten zwischen Beständen mit SPF-Status und konventionellem Status sowie der Vergleich der verwendeten Testverfahren. 4.1 Umsetzung des Begriffs „spezifisch pathogenfrei“ in den ausgewählten Unternehmen Die Umsetzung des Begriffs „spezifisch pathogenfrei“ wird für jedes Zuchtunternehmen einzeln dargestellt. Die Aufführung der fünf ausgewählten Zuchtunternehmen erfolgt in alphabetischer Reihenfolge. 4.1.1 BHZP Das Bundeshybrid Zuchtprogramm (BHZP) hat seine angegliederten Zuchtbestände seit Mitte der 1980er Jahre mit Tieren saniert, die über Schnittentbindung gewonnen wurden. In der ersten Hälfte der 1990er Jahre wurde das Medicated early weaning Verfahren etabliert und bis 1994 eingesetzt, um hochgesunde Tiere für neue Zuchtbestände aufzubauen (BREMERICH, 2014). Das BHZP teilt seine Zuchtbetriebe anhand des Vorhandenseins von M. Hyo, dem PRRS Virus und APP in vier Stufen ein. Die Einteilung ist in Tabelle 1 (siehe 3.2.1) dargestellt. Betriebe der „Stufe 0“haben dabei den besten und Betriebe der „Stufe 3“ den niedrigsten Gesundheitsstatus (BREMERICH, 2014). Eine Bedingung, um als Zuchtbetrieb für das BHZP geeignet zu sein, ist die Erfüllung der Anforderungen an die Lage. Hierbei ist ein Abstand von mindestens einem Kilometer zum nächsten schweinehaltenden Betrieb Grundvoraussetzung. Weiterhin ist ein möglichst großer Abstand zu großen Verkehrsachsen von Nöten. Außerdem dürfen die stallumgebenden Ackerflächen nicht mit Flüssigmist aus fremden Schweineställen gedüngt werden (BREMERICH, 2014). 59 4.1 Umsetzung des Begriffs „spezifisch pathogenfrei“ in den ausgewählten Unternehmen Die Wahl des bestandsbetreuuenden Tierarztes ist den Zuchtbetrieben freigestellt. Es ist möglich, dass die Bestandsbetreuung über externe Tierärzte stattfindet und dieser im Rahmen der Gesundheitsüberwachung die Probenentnahme durchführt. Eine weitere Möglichkeit besteht darin, dass die Probenentnahme im Rahmen des Monitoringverfahrens durch die Tierärzte der Veterinärgesellschaft erfolgt (BREMERICH, 2014). Generell wird Besuchern der Zutritt zu einem Vermehrungsbetrieb nur nach Einhaltung einer Karenzzeit von 48 Stunden gewährt. Eine Verkürzung der Karenzzeit ist nur dann für Mitarbeiter des BHZP möglich, wenn der Besuch auf den Betrieben in absteigender Reihenfolge bezüglich der Gesundheitsstufen erfolgt (BREMERICH, 2014). Die Transportfahrzeuge haben ebenfalls Karenzzeiten einzuhalten. Bei Transporten aus den Basisbetrieben gilt eine Karenzzeit von 48 Stunden. Bei Vermehrungsbetrieben der „Stufe 2“ genügen 24 Stunden Karenzzeit. Zuchttiere der Basisbetriebe werden ausschließlich auf Transportfahrzeugen gefahren, die mit UV-Strahlungsfiltern bestückt sind. Für Jungsauen gilt dies nicht (BREMERICH, 2014). 4.1.2 DanAvl In Dänemark ist die Gesundheitsüberwachung der Schweinebestände eine eigenständige Abteilung innerhalb des Pig Research Centre. Somit ist die Gesundheitsüberwachung getrennt von der DanAvl, der Abteilung für Schweinezucht (HVIDT-NIELSEN, 2014). Das SPF-System ist seit 1971 in dänischen Schweinebeständen und der Gesundheitsüberwachung etabliert. Der Anteil an Sauen, die dem SPF-System angeschlossen sind, liegt bei 73 % (HVIDT-NIELSEN, 2014). Wie in Tabelle 2 (siehe 3.2.2) dargestellt, erfolgt die Unterteilung der Zuchtbetriebe in unterschiedliche Gesundheitsklassen zunächst anhand der Farben „rot“, „blau“ und „grün“, wobei „rot“ für die höchste Gesundheitsstufe steht. Im Anschluss an die Farbe werden die Erreger genannt, für die der Betrieb positiv getestet ist. Beispielsweise wird ein Vermehrungsbetrieb, der M. Hyo und APP Serotyp 6 positiv ist, mit der Bezeichnung „Rot SPF + Myc + Ap6“ beschrieben (HVIDT-NIELSEN, 2014). Den Zuchtbetrieben steht die Wahl ihres bestandsbetreuenden Tierarztes frei. Die Gesundheitsüberwachung erfolgt über Vertragstierärzte der SPF-Abteilung des Pig Research Centre (HVIDT-NIELSEN, 2014). 60 4. Ergebnisse Das Betriebsgelände der schweinehaltenden Betriebe muss nach außen abgesperrt sein, so dass ein Zugang zum Betrieb nur über einen Vorraum möglich ist. An der Eingangstür zum Betrieb muss ein Schild mit dem gegenwärtigen Gesundheitszustand des Betriebes und dem aktuellen Kalenderjahr angebracht sein. Für „blaue“ SPF-Herden gilt ein Mindestabstand zu anderen Schweinebetrieben und Biogasanlagen von 50 Metern. Für „rote“ SPF-Herden liegt dieser Mindestabstand bei 100 Metern und kann auf bis zu 500 Meter ausgeweitet werden. Für den Personenverkehr ist eine Quarantänezeit von zwölf Stunden zwischen dem Besuch einer „blauen“ SPF-Herde und einer „roten“ SPF-Herde vorgeschrieben. Die Reihenfolge der Besuche erfolgt immer vom höheren hin zum niedrigeren Gesundheitsstatus oder aber mit Einhaltung der Quarantänezeit. Für „rote“ SPF-Herden liegt im Vorraum ein Besucherprotokoll aus, in dem die Einhaltung der Karenzzeiten zu bestätigen sind (HVIDT-NIELSEN, 2014). Der Transport von Schweinen erfolgt ausschließlich auf SPF-Transportern, die entweder dem Tierbesitzer oder einem SPF-Transporteur gehören. Werden Tiere auf nicht SPF-Transportern verladen, verliert der Betrieb sofort seinen Gesundheitsstatus (HVIDT-NIELSEN, 2014). Für die Verladung können die Tiere entweder direkt auf die Transporter geladen werden oder über Auslieferungsräume oder Ladeschleusen zum LKW getrieben werden. Nach jeder Anoder Auslieferung von Tieren müssen die Einrichtungen gereinigt und desinfiziert werden und unterliegen einer Quarantäne von zwölf Stunden (HVIDT-NIELSEN, 2014). 4.1.3 Hypor Die Hypor Deutschland GmbH gehört zur Hendrix Genetics Company und ist ein international arbeitendes Schweinezuchtunternehmen. In Deutschland wird seit 2005 im Unternehmen nach dem High Health Prinzip gearbeitet, so dass das Unternehmen in allen Vermehrungs- und Aufzuchtbetrieben den höchstmöglichen Gesundheitsstatus anstrebt. Zuvor wurden im Jahr 2000 in Spanien und Kanada High Health Betriebe aufgebaut, die zum Neuaufbau oder zur Repopulierung bestehender Vermehrungsbetriebe genutzt werden (HEINRICHS, 2014). Die Auswahl des bestandsbetreuuenden Tierarztes ist jedem Zuchtbetrieb freigestellt. Es erfolgt eine enge Zusammenarbeit zwischen dem Zuchtunternehmen und dem Tierarzt ohne zusätzlichen Einsatz eines Vertragstierarztes der Hypor Deutschland GmbH. Der bestandsbe- 61 4.1 Umsetzung des Begriffs „spezifisch pathogenfrei“ in den ausgewählten Unternehmen treuende Tierarzt hat den Zuchtbetrieb in regelmäßigen Abständen routinemäßig oder aber im Krankheitsfall klinisch zu untersuchen (HEINRICHS, 2014). An die geographische Lage eines Aufzucht- oder Vermehrungsbetriebes ist die Bedingung geknüpft, dass eine möglichst große Entfernung zu einem weiteren schweinehaltenden Betrieb in der Hauptwindrichtung eingehalten wird. Eine exakte Angabe zu einem Mindestabstand liegt jedoch nicht vor. Weiterhin darf auf einem Zuchtbetrieb kein Durchgangsverkehr herrschen (HEINRICHS, 2014). Zutritt zu den Stallungen wird nur nach Einhalten einer 48-stündigen Karenzzeit gewährt. Eine Verkürzung der Karenzzeit ist ausschließlich für den Selekteur zulässig. Bei dem Selekteur darf die Karenzzeit zwischen Aufzuchtbetrieben mit gleichem Gesundheitsstatus auf eine Nacht verkürzt werden (HEINRICHS, 2014). Allen Mitarbeitern von Vermehrungs- und Aufzuchtbetrieben sowie den Fahrern der Transportfahrzeuge ist der Kontakt zu anderen schweinehaltenden Betrieben untersagt. Zuchttiertransporte erfolgen ausschließlich auf gereinigten und desinfizierten Transportfahrzeugen der Hypor Deutschland GmbH. Dabei setzt das Unternehmen in allen Fahrzeugen auf die SPF-Transporttechnik. Alle Fahrzeuge sind mit einem Zuluftfilter mit UV Bestrahlung ausgestattet, um das Fortbestehen der Tiergesundheit während des Transportes zu gewährleisten (HEINRICHS, 2014). Der Gesundheitsstatus in High Health Betrieben wird mit frei von APP, dem PRRS Virus und M. Hyo angegeben. Weiterhin gelten die Zuchtbetriebe als unverdächtig auf B. hyodysenteriae und Rhinitis athrophicans (HEINRICHS, 2014). Liegt der Verdacht auf die Einschleppung von den obengenannten Erregern vor, führt dies zum sofortigen Auslieferungsstopp für die Jungsauen. Beim Nachweis des PRRS Virus, APP, M. Hyo, B. hyodysenteriae oder toxinbildender P. multocida verliert der Zuchtbetrieb sofort seinen Gesundheitsstatus. Im Anschluss erfolgt eine Depopulation mit angeschlossener Repopulation des Betriebes, da keine Sanierung von Zuchtbetrieben durchgeführt wird (HEINRICHS, 2014). 4.1.4 PIC Das Unternehmen Pig Improvement Company (PIC) wurde 1962 in England gegründet und ist ein weltweit agierendes Schweinezuchtunternehmen. Seit der Gründung des Unternehmens wird in allen PIC-Betrieben nach dem „minimal disease“ Prinzip gearbeitet. Das Prinzip 62 4. Ergebnisse besagt, dass in den Vermehrungs- und Aufzuchtbetrieben sowie den KB-Stationen so wenig Krankheiten und Krankheitserreger vorhanden sein sollen wie möglich (SIEBERT, 2014). Jeder Betrieb wird neben seinem Hoftierarzt durch einen PIC-Regionaltierarzt betreut. Der Regionaltierarzt besucht in regelmäßigen Abständen von drei bis vier Monaten die von ihm betreuten Betriebe. Jeder Besuch dient der klinischen Untersuchung der Tiere im Bestand in Bezug auf Gesundheit, Produktion, Biosecurity und Tierschutz (SIEBERT, 2014). Zur Aufrechterhaltung von unterschiedlichen Gesundheitsstatus sind die Vermehrungs- und Aufzuchtbetriebe in einem so genannten Pyramidensystem organisiert. Die Spitze der Pyramide stellen die Nukleusbetriebe dar, gefolgt von den Vermehrungsbetrieben mit den dazugehörigen Aufzuchtbetrieben. Personenverkehr zwischen den Betrieben auf unterschiedlichen Ebenen im Pyramidensytem ist bei Einhaltung von Karenzzeiten möglich. Der Tierverkehr hingegen findet ausschließlich gerichtet von Nukleusbetrieben zu Vermehrungsbetrieben und im Anschluss zu Endkundenbetrieben statt (SIEBERT, 2014). Karenzzeiten gelten nicht nur für den Personenverkehr, sondern auch für die Transportfahrzeuge, auf denen PIC-Tiere gefahren werden. Zuchttiertransporte erfolgen ausschließlich auf PIC-eigenen Fahrzeugen oder auf Fahrzeugen von Transportpartnern. Schlachttiertransporte erfolgen montagsmorgens ohne vorherigen Kontakt des Fahrzeuges zu anderen schweinehaltenden Einrichtungen. Schlachttiere werden über eine separate Schlachttierrampe verladen, die getrennt ist von der Zuchttierrampe (SIEBERT, 2014). Zur Bewertung des Infektionsrisikos in den einzelnen Betrieben wird jeder Betrieb vor der Aufnahme in das PIC Zuchtprogramm einer Analyse durch das 1000-Punkte-Programm „Lage“ und „Farm“ unterzogen. Anhand eines Fragebogens wird die geographische Lage und die Betriebsstruktur bewertet. Je mehr Punkte ein Betrieb in den Kategorien Lage und Farm erreicht, desto geringer wird das Risiko der Erregereinschleppung eingestuft. An Nucleusbetriebe werden höhere Sicherheitsanforderungen gestellt als an Vermehrungs- und Aufzuchtbetriebe. So muss ein Betrieb zur Eignung als Nukleusbetrieb mindestens 750 von 1000 Punkten in der Kategorie „Lage“ erhalten (SIEBERT, 2014). Tabelle 3 (siehe 3.2.4) zeigt die Einteilung der Vermehrungs- und Aufzuchtbetriebe der PIC in verschiedene Gesundheitskategorien anhand des Fehlens oder Vorhandenseins des PRRS Virus und M. Hyo (SIEBERT, 2014). 63 4.1 Umsetzung des Begriffs „spezifisch pathogenfrei“ in den ausgewählten Unternehmen Weiterhin sind alle PIC-Vermehrungs- und Aufzuchtbetriebe salmonellenkontrolliert, frei von Rhinitis atrophicans, Dysenterie und gelten als APP unverdächtig (SIEBERT, 2009). Der Nachweis des PRRS Virus führt zur Aberkennung des Gesundheitsstatus. Eine Sanierung des Betriebes ist möglich (SIEBERT, 2014). Wird in einem PIC-Vermehrungs- oder Aufzuchtbetrieb APP, B. hyodysenteriae oder der Erreger der Rhinitis Atrophicans nachgewiesen, führt dies zur Aberkennung des Gesundheitsstatus und zum sofortigen Auslieferungsstopp (SIEBERT, 2014). 4.1.5 Topigs Die TOPIGS SNW GmbH ist ein international führendes Unternehmen im Bereich der Schweinezucht und der künstlichen Besamung. Im Jahr 2006 ist aus dem Zusammenschluss der TOPIGS Deuschtland GmbH und der Schweineerzeuger Nordwest eG die TOPIGS SNW GmbH entstanden. Seit der Gründung des Zuchtunternehmens wird nach dem SPF-Verfahren gearbeitet. Der Gesundheitsstatus der Topigs ist definiert durch die Unverdächtigkeit auf PRRS, APP Serotyp 1, 2, 5, 9, und 11 sowie Rhinitis athrophicans, B. hyodysenteriae, M. Hyo und Ektoparasiten (BOMKAMP, 2014). Die Einteilung der Zuchtbetriebe erfolgt anhand ihres Gesundheitsstatus in eine Hygienepyramide. Die Unterteilung erfolgt zunächst in SPF und konventionelle Vermehrungsbetriebe. SPF-Betriebe sind gekennzeicht durch die Unverdächtigkeit auf die in der firmeneigenen SPF-Definition genannten Erreger. Verliert ein Betrieb den Status unverdächtig für einen der SPF-Erreger, wird er als konventioneller Betrieb bezeichnet. Je weniger Erreger in einem Bestand vorhanden sind, desto höher rangiert der Betrieb innerhalb der SPF oder der konventionellen Ebene (BOMKAMP, 2014). Das Pyramidensystem dient der Koordinierung der Arbeitsabläufe. So werden immer zuerst Jungsauen aus Betrieben an der Spitze der Pyramide transportiert und erst im Anschluss daran Tiere aus Betrieben mit einem geringeren Gesundheitsstatus. Selbige Besuchsreihenfolge gilt auch für Mitarbeiter wie zum Beispiel den Selekteur (BOMKAMP, 2014). Jedem Zuchtbetrieb steht die Wahl seinen Hoftierarztes frei. Das Monitoringprogramm für die Aufzucht- und Vermehrungsbetriebe wird jährlich überarbeitet. Hierzu tritt die Topigs in Korrespondez mit ausgewählten Hoftierärzten, um über neue Strategien zu beraten. Begleitet werden die Screeningverfahren in den Zuchtbetrieben zusätzlich zum Hoftierarzt durch den zuständigen Schweinegesundheitsdienst. Der Schweinegesundheitsdienst stellt den 64 4. Ergebnisse Betrieben Zertifikate für die Unverdächtigkeit auf spezifische Erreger aus (BOMKAMP, 2014). Für neue Aufzucht- und Vermehrungsbetriebe besteht die Vorraussetzung, dass sie abseits großer Verkehrsachsen liegen. Zusätzlich sollte der Abstand zu weiteren schweinehaltenden Betrieben so groß wie möglich und optimalerweise nicht unter einem Kilometer sein. Ein großes Augenmerk wird auf die Bewirtschaftung der hofnahen Ackerflächen gelegt. Diese sollten möglichst mit betriebseigenem Flüssigmist gedüngt werden (BOMKAMP, 2014). Zutritt zum SPF-Zuchtbetrieb wird nur nach Einhalten einer Karenzzeit von 48 Stunden ermöglicht. Die Einhaltung dieses Zeitraumes ist mit einer Unterschrift zu bestätigen. Die Karenzzeit kann für Mitarbeiter auf nur eine Nacht verkürzt werden. Bedingung dafür ist, dass der Folgebetrieb einen gleichen oder niedrigeren Gesundheitsstatus aufweist. Besucher, die einen TOPIGS-Betrieb mit konventionellem Gesundheitsstatus besichtigen möchten, müssen eine Karenzzeit von mindestens 24 Stunden einhalten. Den Mitarbeitern der Zuchtbetriebe ist der Kontakt zu weiteren schweinehaltenden Betrieben verboten (BOMKAMP, 2014). Zuchttiere aus SPF-Betrieben werden ausschließlich auf Fahrzeugen mit Zuluftfilterung transportiert. Zusätzlich ist dieser Transporter mit einer automatischen Desinfektionsanlage ausgestattet. Der Transport von Zuchttieren erfolgt fast ausschließlich durch ein Transportunternehmen (BOMKAMP, 2014). Konventionelle Betriebe haben die Möglichkeit, die Jungsauen auf betriebseigenen Fahrzeugen zum Endkunden zu transportieren (BOMKAMP, 2014). 4.2 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit in den SPF-Betrieben Der Vergleich der Probenanzahlen und der Probenhäufigkeiten in den SPF-Betrieben umfasst die Auswahlbetriebe B 1, D 1, H 1, P 1 und T 1 der fünf untersuchten Zuchtunternehmen. 4.2.1 Actinobacillus pleuropneumoniae Einen Überblick über die Anzahl der Proben, die Probenhäufigkeit und den jährlichen Probenumfang zur Untersuchung auf APP in den Auswahlbetrieben gibt Tabelle 17. 65 4.2 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit in den SPF-Betrieben Zuchtunternehmen Erreger BHZP (B 1) DanAvl (D 1) APP Intervall 16 BP alle 3 Monate APP Gesamtjahr 64 BP pro Jahr 20 BP monatlich (Serotyp 2) 240 BP pro Jahr (Serotyp 2) Hypor (H 1) PIC (P 1) Topigs (T 1) 15 BP monatlich Schlachtcheck 15 BP alle 3 Monate 180 BP pro Jahr Schlachtcheck 60 BP pro Jahr Tabelle 17: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf A. pleuropneumoniae in SPF-Betrieben. (BP: Blutproben) Die Untersuchung auf APP in den Auswahlbetrieben ist betriebsspezifisch sehr unterschiedlich. Die Spannweite der Diagnostik reicht vom Schlachtcheck für den Betrieb der PIC bis hin zu 240 Blutproben pro Jahr zum Nachweis von Serotyp 2 beim Betrieb der DanAvl. Das Beprobungsintervall zur Entnahme von Blutproben ist für die DanAvl und die Hypor mit monatlichen Entnahmen am kürzesten und bei der Topigs und dem BHZP mit drei Monaten am längsten. Im Hinblick auf ein Screening über alle Serotypen hinweg ergibt sich mit 180 Blutproben pro Jahr der größte Probenumfang bei der Hypor. Einen Überblick über die Probenanzahl pro Jahr, ohne Bezug auf die Anzahl der nachgewiesenen Serotypen, liefert Abbildung 3. Probenanzahl pro Jahr 250 200 150 100 50 0 BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs Abbildung 3: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf A. pleuropneumoniae ohne Bezug auf die Anzahl der nachgewiesenen Serotypen. 66 4. Ergebnisse Bei der PIC werden keine routinemäßigen Proben zur Diagnostik von APP entnommen. Der kleinste Probenumfang mit 60 Blutproben pro Jahr findet sich bei der Topigs. Insgesamt ergibt sich zwischen der DanAvl und der PIC eine Probendifferenz von 240 Blutproben pro Jahr in Bezug auf das Screening auf den Serotyp 2. Im Hinblick auf die Spannweite bei einem Vollscreening liegt die Probendifferenz bei 180 Blutproben im Vergleich der Hypor mit der PIC. 4.2.2 Brachyspira hyodysenteriae Die Übersicht über die Probenanzahl und die Probenhäufigkeit sowie die jährliche Probenanzahl zur Untersuchung auf B. hyodysenteriae in den fünf untersuchten SPF-Betrieben zeigt Tabelle 18. Als einziges Unternehmen wählt die Hypor mit vier Monaten eine engmaschigere Probenhäufigkeit als die anderen Zuchtunternehmen. Für BHZP, PIC und Topigs werden jeweils alle sechs Monate Proben gezogen. Zuchtunternehmen Erreger B. hyodysenteriae Intervall B. hyodysenteriae Gesamtjahr BHZP (B 1) DanAvl (D 1) Hypor (H 1) PIC (P 1) 16 KT alle 6 Monate klinisch 5 KP alle 4 Monate 10 KP alle 6 Monate 32 KT pro Jahr Klinisch 15 KP pro Jahr 20 KP pro Jahr Topigs (T 1) 6 Pool KP á 3 KP alle 6 Monate 12 Pool KP á 3 KP pro Jahr Tabelle 18: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf B. hyodysenteriae in SPF-Betrieben. (KT: Kottupfer; KP: Kotproben) Abbildung 4 macht einen deutlichen Unterschied im Probenumfang sichtbar, der von der adspektorischen Untersuchung bei den DanAvl bis hin zu 16 Kottupfern alle sechs Monate bei dem BHZP reicht. Mit umgerechnet 32 Proben pro Jahr bietet das BHZP folglich den größten Probenumfang zur Untersuchung auf den Dysenterieerreger, gefolgt von der PIC, die 20 Kotproben pro Jahr zum Erregerausschluss testen lässt. Eine ähnliche Probenanzahl kommt mit 15 Kotproben pro Jahr bei der Hypor und mit zwölf gepoolten Kotproben aus je drei Einzelkotproben pro Jahr bei der Topigs zusammen. 67 4.2 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit in den SPF-Betrieben 35 Probenanzahl pro Jahr 30 25 20 15 10 5 0 BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs Abbildung 4: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf B. hyodysenteriae. 4.2.3 Lawsonia intracellularis In Tabelle 19 ist dargestellt, dass die PIC das einzige der untersuchten Unternehmen ist, in dem Proben zur Untersuchung auf L. intracellularis gezogen werden. Die Beprobung erfolgt durch zehn Kotproben, die alle sechs Monate gezogen werden, so dass im Jahr 20 Proben untersucht werden. Die DanAvl gibt an, dass das Monitoring auf L. intracellularis klinisch erfolgt und bei klinischem Verdacht Proben gezogen werden. Jedoch ist diese Vorgehensweise auch Standard bei den verbleibenden drei Unternehmen, dem BHZP, der Hypor und der Topigs, wird aber von diesen Unternehmen nicht extra hervorgehoben. Zuchtunternehmen Erreger L. intracellularis Intervall L. intracellularis Gesamtjahr BHZP (B 1) DanAvl (D 1) Hypor (H 1) PIC (P 1) klinisch 10 KP alle 6 Monate klinisch 20 KP pro Jahr Tabelle 19: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf L. intracellularis in SPF-Betrieben. (KP: Kotproben) 68 Topigs (T 1) 4. Ergebnisse 4.2.4 Mycoplasma hyopneumoniae Tabelle 20 stellt die Übersicht über die Probenanzahl und die Probenhäufigkeit sowie die jährliche Probenanzahl zur Untersuchung auf M. Hyo in den fünf untersuchten SPF-Betrieben dar. Zuchtunternehmen Erreger BHZP (B 1) 10 BP alle 2 Wochen und M. Hyo Immunhisto Intervall an 10 Lungen monatlich 260 BP und Immunhisto M. Hyo an 120 Gesamtjahr Lungen pro Jahr DanAvl (D 1) Hypor (H 1) PIC (P 1) Topigs (T 1) 20 BP monatlich 15 BP monatlich 30 BP monatlich 15 BP alle 3 Monate 240 BP pro Jahr 180 BP pro Jahr 360 BP pro Jahr 60 BP pro Jahr Tabelle 20: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf M. hyopneumoniae in SPF-Betrieben. (BP: Blutproben; Immunhisto: Immunhistologie) Tabelle 20 zeigt, dass die meisten Blutproben zur Diagnostik von M. Hyo im Auswahlbetrieb der PIC mit 30 Blutproben pro Monat gezogen werden. Auf ein Kalenderjahr hochgerechnet ergeben sich so 360 Blutproben für den Betrieb P 1, wohingegen im Betrieb T 1 nur 60 Blutproben pro Jahr auf M. Hyo untersucht werden. 400 Probenanzahl 350 pro Jahr 300 250 200 150 100 50 0 BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs Abbildung 5: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf M. hyopneumoniae. 69 4.2 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit in den SPF-Betrieben Abbildung 5 verdeutlicht die Spanne zwischen den meisten und den wenigsten Blutproben pro Betrieb zur Untersuchung auf M. Hyo in einem Kalenderjahr. Sie beträgt 300 Blutproben pro Jahr: 360 bei PIC und 60 bei Topigs. Nach der PIC werden bei dem BHZP mit 260 Blutproben pro Jahr die meisten Untersuchungen auf M. Hyo vorgenommen. Hinzukommt ausschließlich bei dem BHZP die immunhistologische Untersuchung von 120 Lungenstücken, die von negativ selektierten Jungsauen gewonnen werden. Im Bezug auf den Probenumfang liegen die DanAvl mit 240 Blutproben pro Jahr und die Hypor mit 180 Blutproben pro Jahr im Mittelfeld. Am häufigsten werden im Abstand von nur 14 Tagen Blutproben für das BHZP entnommen. Am seltensten werden Proben zur Untersuchung auf M. Hyo mit einem Intervall von drei Monaten bei der Topigs gezogen. So wird ersichtlich, dass bei der Topigs die wenigstens Proben mit dem längsten Probenintervall von drei Monaten gezogen werden. Einheitlich alle vier Wochen werden in den Betrieben der DanAvl, der Hypor und der PIC Proben entnommen. 4.2.5 Toxinbildende Pasteurella multocida Für die fünf Auswahlbetriebe mit SPF-Status wird in Tabelle 21 eine Übersicht über die Probenanzahl und -häufigkeit sowie die Probenanzahl pro Kalenderjahr geboten. Zuchtunternehmen Erreger BHZP (B 1) 16 NT alle toxin6 Monate und bildende P. 16 NT alle multocida 6 Monate Intervall (SGD) toxin32 NT und bildende P. 32 NT (SGD) multocida pro Jahr Gesamtjahr DanAvl (D 1) Hypor (H 1) PIC (P 1) Topigs (T 1) 20 NT zweimal jährlich 15 NT alle 4 Monate 20 NT alle 3 Monate 4 Pool PCR á 4 NT alle 3 Monate 40 NT pro Jahr 45 NT pro Jahr 80 NT pro Jahr 16 Pool PCR á 4 NT pro Jahr Tabelle 21: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida in SPF-Betrieben. (NT: Nasentupfer; SGD: Schweinegesundheitsdienst; PCR: Polymerase chain reaction) In allen fünf Auswahlbetrieben werden Nasentupfer zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida entnommen. Hierbei schwankt der Probenumfang von 16 Pool PCR Untersuchungen aus jeweils 4 Nasentupfern bei der Topigs über 40 Nastentupfern pro Jahr bei der DanAvl 70 4. Ergebnisse bis hin zu 80 Nasentupfern pro Jahr für die PIC (siehe Abbildung 6). Gemeinsam ist der PIC und der Topigs das Probenintervall von jeweils drei Monaten zwischen den jeweiligen Probenentnahmen. Ebenfalls auf ein Untersuchungsintervall von drei Monaten kommt das BHZP, da hier halbjährlich versetzt eine Probenentnahme durch das BHZP selber und den Schweinegesundheitsdienst Niedersachsen erfolgt. Insgesamt werden so für das BHZP im Auswahlbetrieb B 1 pro Jahr 64 Nasentupfer zur Untersuchung auf die Schnüffelkrankheit entnommen. 80 Probenanzahl 70 pro Jahr 60 50 40 30 20 10 0 BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs Abbildung 6: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida. Für die Hypor ergibt sich mit 45 Nasentupfern pro Jahr ein mittlerer Probenumfang. Auch zeigt sich bei der Hypor eine mittlere Probenhäufigkeit mit einem Beprobungsabstand von vier Monaten. Ausschließlich für die DanAvl erfolgt die Probenentnahme nur zweimal im Jahr im Zeitraum zwischen September bis April zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida. 71 4.2 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit in den SPF-Betrieben 4.2.6 Salmonella spp. Tabelle 22 zeigt die Probenanzahlen, -häufigkeiten und den jährlichen Probenumfang für die ausgewählten Zuchtunternehmen zur Untersuchung auf Salmonella spp.. Zuchtunternehmen BHZP (B 1) DanAvl (D 1) Hypor (H 1) Salmonella spp. Intervall 16 BP alle 3 Monate 10 BP monatlich 15 BP alle 4 Monate Salmonella spp. Gesamtjahr 64 BP pro Jahr 120 BP pro Jahr 45 BP pro Jahr Erreger PIC (P 1) 10 BP alle 2 Monate und 10 KP alle 6 Monate 60 BP und 20 KP pro Jahr Topigs (T 1) 15 BP alle 3 Monate 60 BP pro Jahr Tabelle 22: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf Salmonella spp. in SPF-Betrieben. (BP: Blutproben; KP: Kotproben) Aus Tabelle 22 ist zu erkennen, dass in allen fünf Auswahlbetrieben Blutproben zur serologischen Untersuchung auf Salmonella spp. gezogen werden. Ausschließlich für den Auswahlbetrieb der PIC werden zusätzlich zu den Blutproben 20 Kotproben im Jahr zum direkten Erregernachweis entnommen. Probenanzahl pro Jahr 120 100 80 60 40 20 0 BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs Abbildung 7: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf Salmonella spp.. 72 4. Ergebnisse Im Vergleich der Probenanzahlen bei den Blutproben, der in Abbildung 7 dargestellt ist, fällt auf, dass die DanAvl mit einem monatlichen Beprobungsschema und einer Jahresanzahl von 120 Blutproben sowohl die engmaschigsten Beprobungen vornimmt, als auch die meisten Proben zur Untersuchung verschickt. Am wenigsten Proben und mit vier Monaten den größten Abstand zwischen zwei Beprobungen finden sich im Auswahlbetrieb der Hypor. Insgesamt ergibt sich somit im Jahr ein Unterschied zwischen der Probenanzahl bei der DanAvl und der Hypor von 75 Proben. Große Übereinstimmungen im Untersuchungsschema auf Antikörper gegen Salmonella spp. finden sich bei dem BHZP, der PIC und der Topigs. Der Probenumfang liegt zwischen 64 bzw. 60 Blutproben pro Jahr mit einem Untersuchungsintervall von zwei bis drei Monaten. 4.2.7 Porcines Respiratorisches und Reproduktives Syndrom Virus Bei der Untersuchung auf das PRRS Virus muss zwischen der Untersuchung auf Antikörper und Antigen unterschieden werden. Tabelle 23 umfasst sowohl die Probenanzahl und -häufigkeit sowie den Jahresumfang für die Antikörperuntersuchung, als auch für die Antigenuntersuchung des PRRS Virus. Zuchtunternehmen BHZP (B 1) DanAvl (D 1) Hypor (H 1) PIC (P 1) Topigs (T 1) PRRSV AK Intervall 16 BP alle 2 Monate 10 BP monatlich 15 BP montalich 30 BP monatlich 10 BP monatlich PRRSV AK Gesamtjahr 96 BP pro Jahr 120 BP pro Jahr 180 BP pro Jahr 360 BP pro Jahr 120 BP pro Jahr Erreger PRRSV AG Intervall PRRSV AG Gesamtjahr 3 Pool PCR á 5 BP alle 4 Monate 9 Pool PCR á 5 BP pro Jahr 10 Pool PCR 2 Pool PCR á 3 BP á 5 BP monatlich monatlich 120 Pool PCR 24 Pool PCR á 3 BP á 5 BP pro Jahr pro Jahr Tabelle 23: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf PRRSV Antikörper und Antigen in SPF-Betrieben. (AG: Antigen; AK: Antikörper; BP: Blutproben; PCR: Polymerase chain reaction) Aus Tabelle 23 geht hervor, dass in allen fünf Auswahlbetrieben eine Untersuchung auf Antikörper gegen das PRRS Virus stattfindet. Die Tabelle zeigt auch, dass nur für die Betriebe der 73 4.2 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit in den SPF-Betrieben Hypor, PIC und Topigs ebenfalls eine Untersuchung auf Antigen des PRRS Virus erfolgt. Abbildung 8 verdeutlicht graphisch die Unterschiede der Probenanzahlen bei der Antikörperuntersuchung auf das PRRS Virus für alle ausgewählten Bestände. Mit Ausnahme des BHZP erfolgt überall ein monatliches Monitoring. 400 Probenanzahl pro Jahr 350 300 250 200 150 100 50 0 BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs Abbildung 8: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf Antikörper gegen PRRSV. Für den Auswahlbetrieb des BHZP ist eine Untersuchung im Abstand von zwei Monaten angesetzt. Im Jahr werden mit 96 Proben im Vergleich zu den verbleibenden Unternehmen bei dem BHZP die wenigsten Proben zur Untersuchung auf Antikörper gegen das PRRS Virus entnommen. Ein identisches Beprobungsmuster liegt für die Betriebe der Topigs und DanAvl vor, wo jeweils 120 Blutproben im Jahr auf Antikörper gegen das PRRS Virus gezogen werden. Mit 180 Blutproben pro Jahr werden bei der Hypor deutlich mehr Proben untersucht, jedoch werden mit 360 Blutproben pro Jahr nochmal doppelt soviele Proben durch die PIC zur Untersuchung entnommen. Das Monitoring auf Antigen des PRRS Virus erfolgt bei den Betrieben der Hypor, PIC und Topigs jeweils durch Poolproben. Für die Hypor und die Topigs werden für eine Poolprobe jeweils fünf Einzelproben verwendet, bei der PIC hingegen besteht jede Poolprobe nur aus drei Blutproben. Abbildung 9 verdeutlicht, dass insgesamt bei der Hypor die wenigsten Proben auf Antigen des PRRS Virus getestet werden. Das Beprobungsintervall bei der Hypor ist mit vier Monaten deutlich länger als das monatliche Intervall bei der PIC und Topigs. Auf 74 4. Ergebnisse ein Kalenderjahr umgerechnet ergeben sich deutliche Unterschiede im Probenumfang. So werden für die Hypor neun Poolproben, für die Topigs 24 Poolproben und für die PIC 120 Poolproben auf Antigen gegen das PRRS Virus untersucht. Probenanzahl pro Jahr 120 100 80 60 40 20 0 BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs Abbildung 9: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf PRRSV Antigen. Insgesamt betrachtet werden bei der PIC die meisten Blutproben auf Antikörper und auch auf Antigen gegen das PRRS Virus untersucht und das mit dem kürzesten Beprobungsintervall Die wenigsten Blutproben zum Monitoring auf Antikörper und keine Untersuchung auf Antigen des PRRS Virus sowie den längsten Abstand zwischen zwei Probenentnahmen findet sich bei dem BHZP. 75 4.2 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit in den SPF-Betrieben 4.2.8 Sarcoptes scabiei var suis Die Übersicht über Probenanzahlen und Probenhäufigkeiten sowie die Anzahl der in einem Kalenderjahr entnommenen Proben zur Untersuchung auf S. scabiei var suis findet sich in der folgenden Tabelle 24. Zuchtunternehmen Erreger S. scabiei var suis Intervall S. scabiei var suis Gesamtjahr BHZP (B 1) DanAvl (D 1) Hypor (H 1) PIC (P 1) Topigs (T 1) 16 BP alle 6 Monate klinisch 15 BP alle 4 Monate 15 BP alle 6 Monate 32 BP pro Jahr klinisch 45 BP pro Jahr 30 BP pro Jahr Tabelle 24: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf S. scabiei var suis in SPF-Betrieben. (BP: Blutproben) Eine Untersuchung auf den Erreger der Schweineräude im Sinne einer Probenentnahme erfolgt nur in den Betrieben von BHZP, Hypor und Topigs. Im Monitoring der DanAvl ist eine klinische Untersuchung auf S. scabiei var suis gesondert angegeben, jedoch erfolgt diese klinische Untersuchung auf Räude ebenfalls bei den Routinebesuchen des Tierarztes der PIC, ohne separat erwähnt zu werden. 45 Probenanzahl 40 pro Jahr 35 30 25 20 15 10 5 0 BHZP DanAvl Hypor PIC Topigs Abbildung 10: Anzahl der Proben in einem Kalenderjahr zur Untersuchung auf S. scabiei var suis. 76 4. Ergebnisse Der Probenumfang bei den verbleibenden drei Unternehmen schwankt nur wenig. Im Jahr liegt der Unterschied bei nur 15 Blutproben, wie aus Abbildung 10 ersichtlich wird. So werden bei der Topigs mit 30 Blutproben im Jahr und einem Abstand von 6 Monaten die wenigsten Proben zur Diagnostik der Räude entnommen. Ähnlich verhält es sich bei dem BHZP, das ebenfalls im halbjährlichen Rhythmus 32 Proben im Jahr zur Untersuchung verschickt. Mit einem nur viermonatigen Beprobungsintervall zieht die Hypor am häufigsten und mit 45 Blutproben pro Jahr auch die meisten Proben zur Untersuchung auf S. scabiei var suis.. 4.3 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit in den nicht SPF-Betrieben In den Vergleich bezüglich der Probenanzahl und der Probenhäufigkeit in den nicht SPFBetrieben fließen der Betrieb P 2 der PIC und der Betrieb T 2 der Topigs ein. 4.3.1 Actinobacillus pleuropneumoniae Der Vergleich der Probenanzahl und der Probenhäufigkeit der Betriebe P 2 und T 2 zeigt im Bezug auf das Monitoring auf APP insofern große Unterschiede, als dass die PIC zur Diagnostik von APP ausschließlich Schlachtchecks durchführt. Somit werden für den Betrieb keine routinemäßigen Proben zur Untersuchung auf APP entnommen. Topigs hingegen entnimmt alle sechs Monate 15 Blutproben zur Diagnostik und kommt somit im Jahr auf 30 Blutproben. Tabelle 25 zeigt die Übersicht der Probenhäufigkeit und -anzahlen. Zuchtunternehmen PIC (P 2) Topigs (T 2) APP Intervall Schlachtcheck 15 BP alle 6 Monate APP Gesamtjahr Schlachtcheck 30 BP pro Jahr Erreger Tabelle 25: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf A. pleuropneumoniae in nicht SPF-Betrieben. (BP: Blutproben) 77 4.3 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit in den nicht SPF-Betrieben 4.3.2 Brachyspira hyodysenteriae In den beiden zu vergleichenden nicht SPF-Betrieben der PIC und Topigs werden jeweils Kotproben zur Diagnostik von B. hyodysenteriae gewonnen. Zuchtunternehmen PIC (P 2) Topigs (T 2) B. hyodysenteriae Intervall 3 KP alle 6 Monate 6 Pool KP á 3 KP alle 6 Monate B. hyodysenteriae Gesamtjahr 6 KP pro Jahr 12 Pool KP á 3 KP pro Jahr Erreger Tabelle 26: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf B. hyodysenteriae in nicht SPF-Betrieben. (KP: Kotproben) Tabelle 26 zeigt die Übereinstimmung im Probenintervall von sechs Monaten, aber auch die deutlichen Unterschiede in der Probenanzahl zwischen dem Betrieb P 2 und T 2. Während bei der PIC für den Betrieb P 2 im Jahr nur sechs Kotproben getestet werden, sind es für den Topigs Betrieb T 2 insgesamt zwölf Poolproben. Somit wird deutlich, dass auf ein Jahr gesehen im Betrieb T 2 doppelt so viele Proben auf B. hyodysenteriae untersucht werden, wie im Betrieb P 2. 4.3.3 Lawsonia intracellularis Die Entnahme von Kotproben zur Diagnostik von L. intracellularis findet nur im Betrieb P 2 statt. Zweimal im Jahr werden hierfür drei Kotproben untersucht. Der Unterschied in der Probenanzahl wird aus Tabelle 27 ersichtlich und beträgt in einem Kalenderjahr sechs Proben. 78 4. Ergebnisse Zuchtunternehmen PIC (P 2) Erreger L. intracellularis Intervall 3 KP alle 6 Monate L. intracellularis Gesamtjahr 6 KP pro Jahr Topigs (T 2) Tabelle 27: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf L. intracellularis in nicht SPF-Betrieben. (KP: Kotproben) 4.3.4 Mycoplasma hyopneumoniae Ein Vergleich der Probenanzahlen und Probenhäufigkeiten zur Untersuchung auf M. Hyo in den beiden nicht SPF-Betrieben P 2 und T 2 entfällt, da in beiden zur Untersuchung herangezogenen nicht SPF-Betrieben keine labordiagnostische Untersuchung auf M. Hyo erfolgt. Im Betrieb P 2 wird jedoch ein Monitoring auf M. Hyo in Form eines Schlachtchecks durchgeführt. 4.3.5 Toxinbildende Pasteurella multocida Untersuchungen zum Ausschluss toxinbildender P. multocida werden sowohl im Betrieb P 2, als auch im Betrieb T 2 durchgeführt. Zuchtunternehmen Erreger toxinbildende P. multocida Intervall toxinbildende P. multocida Gesamtjahr PIC (P 2) 20 NT alle 4 Monate und 10 NT (SGD) alle 6 Monate 60 NT und 20 NT (SGD) pro Jahr Topigs (T 2) 2 Pool PCR á 4 NT alle 3 Monate 8 Pool PCR á 4 NT pro Jahr Tabelle 28: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida in nicht SPF-Betrieben. (NT: Nasentupfer; SGD: Schweinegesundheitsdienst; PCR: Polymerase chain reaction) 79 4.3 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit in den nicht SPF-Betrieben Die Probenanzahlen und die Probenhäufigkeiten schwanken jedoch sehr stark zwischen dem Betrieb P 2 und T 2, wie aus Tabelle 28 hervorgeht. Im konventionellen Betrieb der Topigs werden zwar kontinuierlich alle drei Monate Proben entnommen, jedoch werden im Jahr nur acht Pool Proben untersucht. Das Beprobungsintervall bei der PIC ist mit vier bzw. sechs Monaten zwar länger als bei Topigs, jedoch werden hier im Jahr 80 Nasentupfer zum Ausschluss der Schnüffelkrankheit untersucht. Im Bezug auf den jährlichen Probenumfang steht somit bei der PIC die zehnfache Anzahl an Ergebnissen bereit, wie bei Topigs. 4.3.6 Salmonella spp. Für die Untersuchung auf Antikörper gegen Salmonella spp. werden sowohl im Betrieb P 2, als auch im Betrieb T 2 Blutproben entnommen. Tabelle 29 zeigt aber auch, dass für den Betrieb P 2 zusätzlich zu den Blutproben sechs Kotproben im Jahr zum Ausschluss von Salmonellen mittels Kultur untersucht werden. Zuchtunternehmen PIC (P 2) Topigs (T 2) Salmonella spp. Intervall 3 KT alle 6 Monate und 10 BP alle 2 Monate 15 BP alle 3 Monate Salmonella spp. 6 KT und 60 BP pro Jahr 60 BP pro Jahr Erreger Tabelle 29: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf Salmonella spp. in nicht SPF-Betrieben. (KT: Kottupfer; BP: Blutproben) Auf ein Kalenderjahr gesehen werden in den beiden nicht SPF-Betrieben jeweils 60 Blutproben auf Antikörper untersucht, jedoch ist das Beprobungsintervall beim Betrieb P 2 mit zwei Monaten engmaschiger, als bei der Topigs mit drei Monaten. Ein Unterschied zwischen P 2 und T 2 bei der Diagnostik von Salmonella spp. existiert weiterhin im Hinblick auf die im Betrieb P 2 zusätzlich entnommenen sechs Kotproben pro Jahr. 80 4. Ergebnisse 4.3.7 Porcines Respiratorisches und Reproduktives Syndrom Virus Bei der Untersuchung auf das PRRS Virus wird zwischen dem Monitoring auf Antikörper und Antigen unterschieden. Ein Monitoring auf PRRS-Virus-Antiköper und Antigen erfolgt nur im Betrieb P 2, nicht jedoch im Betrieb T 2, wie in Tabelle 30 dargestellt. Zuchtunternehmen Erreger PIC (P 2) PRRSV AK Intervall 20 BP alle 2 Monate PRRSV AK Gesamtjahr 120 BP pro Jahr PRRSV AG Intervall 7 Pool PCR á 3 BP alle 2 Monate PRRSV AG Gesamtjahr 42 Pool PCR á 3 BP pro Jahr Topigs (T 2) Tabelle 30: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf PRRSV Antikörper und Antigen in nicht SPF-Betrieben. (AG: Antigen; AK: Antikörper; BP: Blutproben; PCR: Polymerase chain reaction) Für den Betrieb P 2 werden alle zwei Monate 20 Blutproben auf Antiköper gegen das PRRS Virus getestet, so dass sich ein Jahresprobenumfang von 120 Blutproben ergibt. Zusätzlich werden dazu weitere 42 Poolproben auf Antigen des PRRS Virus untersucht. Insgesamt ergibt sich somit eine Probendifferenz zwischen dem Betrieb P 2 und T 2 von 120 Blutproben zur Untersuchung von Antikörpern und 42 Poolproben zum Ausschluss von Antigen des PRRS Virus. 4.3.8 Sarcoptes scabiei var suis Proben zur Untersuchung auf Antikörper gegen S. scabiei var suis werden ausschließlich im Betrieb T 2 gezogen. Im Betrieb P 2 erfolgt keine Beprobung hinsichtlich der Diagnostik der Schweineräude, wie Tabelle 31 zeigt. 81 4.4 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit zwischen SPF und nicht SPF-Betrieben Zuchtunternehmen PIC (P 2) Erreger Topigs (T 2) S. scabiei var suis Intervall 15 BP alle 6 Monate S. scabiei var suis Gesamtjahr 30 BP pro Jahr Tabelle 31: Anzahl der Proben zur Untersuchung auf S. scabiei var suis in nicht SPF-Betrieben. (BP: Blutproben) Für den Betrieb T 2 werden alle sechs Monate 15 Blutproben zur Analyse von Antikörpern gegen S. scabiei var suis entnommen. Folglich ergibt sich ein Probenumfang von 30 Blutproben pro Jahr als Differenz zwischen dem Betrieb P 2 und T 2. 4.4 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit zwischen SPF und nicht SPFBetrieben Der Vergleich der Probenanzahl und der Probenhäufigkeiten zwischen Betrieben mit SPF und konventionellem Gesundheitsstatus erfolgt zwischen den Betrieben P 1 und P 2 (PIC) sowie T 1 und T 2 (Topigs). 4.4.1 Actinobacillus pleuropneumoniae Tabelle 32 zeigt den Vergleich der Probenanzahlen in den Betrieben P 1 und P 2 sowie T 1 und T 2 in Bezug auf die Untersuchung auf APP. Zuchtunternehmen PIC Topigs P1 P2 T1 T2 (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) APP Intervall Schlachtcheck Schlachtcheck 15 BP alle 3 Monate 15 BP alle 6 Monate APP Gesamtjahr Schlachtcheck Schlachtcheck 60 BP pro Jahr 30 BP pro Jahr Erreger Tabelle 32: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf A. pleuropneumoniae in SPF-Betrieben und nicht SPF-Betrieben. (BP: Blutproben) 82 4. Ergebnisse Unterschiede im Monitoring auf APP zwischen dem SPF-Betrieb P 1 und dem nicht SPFBetrieb P 2 bestehen insofern nicht, da in beiden Betrieben keine routinemäßige Probenentnahme vorgenommen wird. Für beide Betriebe werden jedoch Schlachtchecks bei negativ selektierten Jungsauen durchgeführt, um APP verdächtige Lungenveränderungen ausfindig zu machen. Anders verhält es sich für die Betriebe T 1 und T 2. In beiden Betrieben werden pro Untersuchung jeweils 15 Blutproben zur Diagnostik von APP entnommen, jedoch geschieht dies für den SPF-Betrieb T 1 alle drei Monate und für den Betrieb T 2 mit einem sechsmonatigen Intervall nur halb so oft. Im Jahr werden damit doppelt so viele Proben im SPF-Betrieb der Topigs auf APP hin untersucht, wie im konventionellen Betrieb. 4.4.2 Brachyspira hyodysenteriae Aus Tabelle 33 geht hervor, dass in allen vier zu vergleichenden Betrieben Proben zur Diagnostik von B. hyodysenteriae entnommen werden. Zuchtunternehmen Erreger B. hyodysenteriae Intervall B. hyodysenteriae Gesamtjahr PIC Topigs P1 P2 T1 T2 (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) 10 KP alle 6 Monate 3 KP alle 6 Monate 20 KP pro Jahr 6 KP pro Jahr 6 Pool KP á 3 KP alle 6 Monate 12 Pool KP á 3 KP pro Jahr 6 Pool KP á 3 KP alle 6 Monate 12 Pool KP á 3 KP pro Jahr Tabelle 33: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf B. hyodysenteriae in SPFBetrieben und nicht SPF-Betrieben. (KP: Kotproben) Im Vergleich des Betriebes P 1 mit dem Betrieb P 2 fällt auf, dass das Probenintervall mit sechs Monaten für beide Betriebe identisch ist. Jedoch werden für den Betrieb P 1 mit 20 Proben pro Kalenderjahr mehr als dreimal so viele Proben auf B. hyodysenterieae getestet, wie im Betrieb P 2. Im Bezug auf die Probenanzahl und die Probenhäufigkeit in den Betrieben T 1 und T 2 ergeben sich für das Monitoring von B. hyodysenteriae keine Unterschiede. Sowohl die Probenanzahl, als auch das Beprobungsintervall sind für die beiden Betriebe der Topigs identisch. 83 4.4 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit zwischen SPF und nicht SPF-Betrieben 4.4.3 Lawsonia intracellularis Eine Probenentnahme zur Untersuchug auf L. intracellularis wird nur in den Betrieben der PIC vorgenommen, wie aus Tabelle 34 ersichtlich wird. Zuchtunternehmen Erreger L. intracellularis Intervall L. intracellularis Gesamtjahr PIC Topigs P1 P2 T1 T2 (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) 10 KP alle 6 Monate 3 KP alle 6 Monate 20 KP pro Jahr 6 KP pro Jahr Tabelle 34: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf L. intracellularis in SPFBetrieben und nicht SPF-Betrieben. (KP: Kotproben) Bei der Beprobung auf L. intracellularis verhält es sich bei den PIC Betrieben P 1 und P 2 exakt gleich wie bei der Untersuchung auf B. hyodysenteriae. Das Beprobungsintervall ist für beide Betriebe auf ein halbes Jahr festgesetzt, wobei im SPF-Betrieb P 1 jeweils zehn Kotproben und im Betrieb P 2 jeweils drei Kotproben entnommen werden. Daraus ergibt sich, dass der Probenumfang im Betrieb P 1 mehr als dreimal höher ist, als im Betrieb P 2. Einen Unterschied im Monitoringverfahren für L. intracellularis für die beiden untersuchten Topigsbetriebe besteht nicht, da in keinem der beiden Betriebe Proben entnommen werden. 84 4. Ergebnisse 4.4.4 Mycoplasma hyopneumoniae Die großen Unterschiede in den Untersuchungsschemata zum Nachweis von M. Hyo zwischen SPF und nicht SPF-Betrieben gehen aus Tabelle 35 hervor. Zuchtunternehmen PIC Topigs P1 P2 T1 T2 (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) M. Hyo Intervall 30 BP monatlich Schlachtcheck 15 BP alle 3 Monate M. Hyo Gesamtjahr 360 BP pro Jahr Schlachtcheck 60 BP pro Jahr Erreger Tabelle 35: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf M. hyopneumoniae in SPF-Betrieben und nicht SPF-Betrieben. (BP: Blutproben) Für die beiden Zuchtunternehmen PIC und Topigs werden Blutproben zur Untersuchung auf M. Hyo jeweils nur im SPF-Bestand P 1 bzw. T 1 entnommen. Da für beide Unternehmen keine Probenentnahme in den nicht SPF-Betrieben erfolgt, ergeben sich große Differenzen im jährlichen Probenumfang. Für die PIC Betriebe beträgt die jährliche Differenz zwischen dem SPF-Betrieb P1 und dem nicht SPF-Betrieb P2 360 Blutproben, und für die Topigs sind es 60 Blutproben Unterschied zwischen dem SPF-Betrieb und dem nicht SPF-Betrieb. Ein Monitoring auf M. Hyo findet im Betrieb P 2 jedoch in Form eines Schlachtchecks statt. 85 4.4 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit zwischen SPF und nicht SPF-Betrieben 4.4.5 Toxinbildende Pasteurella multocida Proben in Form von Nasentupfern zum Nachweis toxinbildender P. multocida werden in allen vier zu vergleichenden Betrieben entnommen. Die Übersicht über die Probenanzahl und die Probenhäufigkeit liefert Tabelle 36. Zuchtunternehmen Erreger toxinbildende P. multocida Intervall toxinbildende P. multocida Gesamtjahr PIC Topigs P1 P2 T1 T2 (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) 20 NT alle 3 Monate 20 NT alle 4 Monate und 10 NT (SGD) alle 6 Monate 4 Pool PCR á 4 NT alle 3 Monate 2 Pool PCR á 4 NT alle 3 Monate 60 NT und 16 Pool PCR 20 NT (SGD) á 4 NT pro Jahr pro Jahr 8 Pool PCR á 4 NT pro Jahr 80 NT pro Jahr Tabelle 36: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida in SPF-Betrieben und nicht SPF-Betrieben. (NT: Nasentuper; SGD: Schweinegesundheitsdienst; PCR: Polymerase chain reaction) Im Vergleich der Untersuchungsschemata der PIC für die Betriebe P 1 und P 2 fallen Unterschiede im Bereich der Probenhäufigkeit auf. So werden im Betrieb P 1 alle drei Monate, im Betrieb P 2 jedoch nur alle vier Monate Nasentupfer entnommen. Die geringere Anzahl an Proben je Untersuchungszeitpunkt wird jedoch durch eine zusätzliche Probenentnahme im Betrieb P 2 durch den Schweinegesundheitsdienst ausgeglichen. Auf ein Jahr gesehen lässt sich daher kein Unterschied im Probenumfang zwischen P 1 und P 2 ausmachen. Für die Betriebe T 1 und T 2 gilt das gleiche Beprobungsintervall, jedoch mit unterschiedlichem Probenumfang. Am Jahresende werden im Betrieb T 1 insgesamt doppelt so viele Nasentupfer auf toxinbildende P. multocida getestet, wie im Betrieb T 2. 4.4.6 Salmonella spp. Die serologische Untersuchung auf Antikörper gegen Salmonella spp. erfolgt in allen untersuchten Betrieben. Ein weitergehendes Monitoring in Form von zusätzlichen Kotproben zum direkten Erregernachweis findet hingegen nur in den beiden Betrieben der PIC statt, wie aus Tabelle 37 hervorgeht. 86 4. Ergebnisse Zuchtunternehmen Erreger PIC Topigs P1 P2 T1 T2 (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) 15 BP alle 3 Monate 15 BP alle 3 Monate 60 BP pro Jahr 60 BP pro Jahr 10 BP alle 10 BP alle Salmonella 2 Monate und 2 Monate und 3 KP alle spp. Intervall 10 KP alle 6 Monate 6 Monate 60 BP und 60 BP und Salmonella 6 KP 20 KP spp. pro Jahr pro Jahr Gesamtjahr Tabelle 37: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf Salmonella spp. in SPFBetrieben und nicht SPF-Betrieben. (BP: Blutproben; KP: Kotproben) Über alle vier Betriebe hinweg werden einheitlich 60 Blutproben pro Jahr auf Antikörper gegen Salmonella spp. entnommen, wenn auch mit unterschiedlichen Beprobungsintervallen. Innerhalb der Zuchtunternehmen werden im Salmonellenmonitoring die gleichen Abstände zwischen zwei Probennahmen eingehalten. Bei der Untersuchung auf Antikörper gegen Salmonella spp. gibt es zwischen den Betrieben T 1 und T 2 sowie P 1 und P 2 somit keine Unterschiede. Differenzen finden sich jedoch bei dem direkten Erregernachweis, der bei den Betrieben der PIC über die Entnahme von Kotproben geführt wird. Der Unterschied liegt, genau wie bei der Untersuchung auf B. hyodysenteriae und L. intracellularis, darin, dass im Jahr dreimal mehr Kotproben im Betrieb P 1 auf Salmonella spp. getestet werden, als im Betrieb P 2. 87 4.4 Vergleich der Probenanzahl und Probenhäufigkeit zwischen SPF und nicht SPF-Betrieben 4.4.7 Porcines Respiratorisches und Reproduktives Syndrom Virus Beim Monitoring auf das PRRS Virus wird zwischen der Untersuchung auf Antikörper und Antigen unterschieden. Die jeweiligen Probenhäufigkeiten und Probenanzahlen für die SPF und nicht SPF-Betriebe der PIC und Topigs sind in Tabelle 38 hinterlegt. Zuchtunternehmen PIC Topigs P1 P2 T1 T2 (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) PRRSV AK Intervall 30 BP monatlich 20 BP alle 2 Monate 10 BP monatlich PRRSV AK Gesamtjahr 360 BP pro Jahr 120 BP pro Jahr 120 BP pro Jahr Erreger PRRSV AG Intervall PRRSV AG Gesamtjahr 10 Pool PCR 7 Pool PCR 2 Pool PCR á 3 BP á 3 BP alle á 5 BP monatlich 2 Monate monatlich 120 Pool 42 Pool PCR 24 Pool PCR PCR á 3 BP á 5 BP á 3 BP pro Jahr pro Jahr pro Jahr Tabelle 38: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf PRRSV Antikörper und Antigen in SPF-Betrieben und nicht SPF-Betrieben. (AG: Antigen; AK: Antikörper; BP: Blutproben; PCR: Polymerase chain reaction) Im Hinblick auf die Untersuchung auf Antikörper gegen das PRRS Virus ergeben sich für die PIC Betriebe Unterschiede im Probenumfang und in der Probenhäufigkeit. Für den Betrieb P 1 werden doppelt so oft Proben untersucht, und der Probenumfang beträgt das eineinhalbfache des Probenumfangs vom Betrieb P 2. Auf das Jahr umgerechnet werden somit im Betrieb P 1 exakt dreimal soviele Proben auf Antikörper gegen das PRRS Virus getestet, wie im Betrieb P 2. Einen noch größeren Unterschied lässt sich für die Topigs Betriebe ausmachen. Da im Betrieb T 2 keine Probenentnahme erfolgt, beträgt die Differenz zwischen den Betrieben T 1 und T 2 120 Blutproben pro Jahr. Auch bei der Untersuchung auf Antigen des PRRS Virus werden in den beiden Zuchtunternehmen unterschiedliche Untersuchungsschemata für SPF und nicht SPF-Betriebe angesetzt. Bei der Topigs werden im Betrieb T 2 genau wie bei der Antikörperuntersuchung keine 88 4. Ergebnisse Proben auf Antigen des PRRS Virus entnommen. Im Betrieb T 1 sind es im Jahr hingegen 24 Poolproben zur Antigenuntersuchung. Für die beiden PIC Betriebe P 1 und P 2 ergeben sich im Hinblick auf die Antigenuntersuchung ebenfalls große Unterschiede. Das Probenintervall ist beim Betrieb P 2 mit zwei Monaten doppelt so lang wie bei P 1, und die Probenanzahl je Beprobung ist reduziert. Im Jahr ergibt sich zwischen den Betrieben P 1 und P 2 eine Differenz von 78 Poolproben zur Untersuchung auf Antigen des PRRS Virus. Dies entspricht im Verhältnis knapp dem dreifachen Probensatz. 4.4.8 Sarcoptes scabiei var suis Ein Monitoring auf S. scabiei var suis wird in Form einer Probenentnahme nur in den beiden Topigsbetrieben durchgeführt. Die Übersicht dazu liefert Tabelle 39. Zuchtunternehmen PIC Topigs P1 P2 T1 T2 (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) (SPF-Betrieb) (kein SPF-Betrieb) S. scabiei var suis Intervall 15 BP alle 6 Monate 15 BP alle 6 Monate S. scabiei var suis Gesamtjahr 30 BP pro Jahr 30 BP pro Jahr Erreger Tabelle 39: Vergleich der Probenanzahl zur Untersuchung auf S. scabiei var suis in SPFBetrieben und nicht SPF-Betrieben. (BP: Blutproben) Im Vergleich der Beprobungsschemata der PIC und der Topigs im Hinblick auf die SPF und die nicht SPF-Betriebe ergeben sich für beide Zuchtunternehmen keine Unterschiede. Bei der PIC werden weder für den Betrieb P 1 noch für den Betrieb P 2 Proben entnommen. Für die Betriebe T 1 und T 2 ist zur Untersuchung auf S. scabiei var suis exakt dasselbe Monitoring hinterlegt, so dass sich weder im Probenumfang noch in der Probenhäufigkeit Differenzen ergeben. 89 4.5 Vergleich der Testverfahren der verschiedenen Zuchtunternehmen 4.5 Vergleich der Testverfahren der verschiedenen Zuchtunternehmen Eine Zusammenfassung der unterschiedlichen Testverfahren für die verschiedenen Pathogene enthält Tabelle 40. Wird in einem Unternehmen keine Laboruntersuchung auf einen bestimmten Erreger durchgeführt, bleibt das entsprechende Feld für das betreffende Unternehmen und den zugehörigen Erreger leer. Bei den ausgewählten Zuchtunternehmen werden die Proben für SPF und nicht SPF-Betriebe mit denselben Labormethoden untersucht. Daher entfällt ein Vergleich der Testverfahren zwischen Betrieben mit unterschiedlichem Gesundheitsstatus. 90 4. Ergebnisse Zuchtunternehmen BHZP DanAvl Hypor APP IDvet ID Screen® APP DTU Vet hauseigener blocking ELISA (Serotyp 2) IDEXX APP-ApxIV Ab Test B. hyodysenteriae Kultur und PCR nach Rohde PIC Topigs Erreger IDEXX APP-ApxIV Ab Test ADIAGENE ADIAVET® BRACHY REALTIME Kultur und PCR nach Rohde IVD hauseigene PCR nach Böhmer IDEXX M. hyo. Ab Test IDEXX M. hyo. Ab Test IDEXX M. hyo. Ab Test Vorkultur und PCR nach Hotzel Anzucht; IDEXX Swine Salmonella Ab Test IVD hauseigene PCR L. intracellularis Kultur M. Hyo IDEXX M. hyo. Ab Test DTU Vet hauseigener blocking ELISA toxinbildende P. multocida Vorkultur und PCR nach Hotzel OXOID OXOID PMT PMT ELISA ELISA Salmonella spp. IDEXX Swine Salmonella Ab Test DTU Vet hauseigener indirekter ELISA LDL PIGTYPE® Salmonella Ab PRRSV AK IDEXX PRRS X3 Ab Test DTU Vet hauseigener blocking ELISA IDEXX PRRS X3 Ab Test IDEXX PRRS X3 Ab Test IDEXX PRRS X3 Ab Test PRRSV AG LDL VIROTYP® PRRSV Tetracore EZPRRSVTM MPX 4.0 LDL VIROTYP® PRRSV AFOSA S. scabiei var SARCOPTES ELISA suis 2001® PIG AFOSA SARCOPTES ELISA 2001® PIG IDEXX Swine Salmonella Ab Test AFOSA SARCOPTES ELISA 2001® PIG Tabelle 40: Übersicht der verwendeten Testverfahren für die verschiedenen Pathogene. Die verwendeten Tests zur Untersuchung auf APP sind im Bezug auf BHZP, Hypor und Topigs als Screeningtests zu bezeichnen, da der ID Screen® (IDvet, Grabels, Frankreich) die 91 4.5 Vergleich der Testverfahren der verschiedenen Zuchtunternehmen Serotypen 1 bis 12 und der APP-ApxIV Ab Test (IDEXX Laboratories, Maine, USA) auf alle Serotypen reagiert (LESCEU und POURQUIER, 2011; DREYFUS et al., 2004). Im Vergleich der Spezifitäten liegt der APP-ApxIV Ab Test bei einer Spezifität von 100 % und der ID Screen® bei einer Spezifität von 98,9 % (LESCEU und POURQUIER, 2011; DREYFUS et al., 2004). Daraus ergibt sich, dass der von der Hypor und der Topigs verwendete APP-ApxIV Ab Test im Vergleich zum ID Screen®, der für die Proben des BHZP Verwendung findet, auf mehr Serotypen reagiert und in Studien eine leicht höhere Spezifität zeigt. Ein direkter Vergleich der Testverfahren von BHZP, Hypor und Topigs mit den Methoden der DanAvl erscheint schwierig, da die für die DanAvl verwendeten Tests zur Untersuchung auf APP serotypspezifisch sind. Hierbei findet also keine Screeninguntersuchung über alle Serotypen hinweg statt, sondern ein Monitoring auf einzelne Serotypen von APP. Im Jahr werden mit Abstand die meisten Proben beim Auswahlbetrieb der DanAvl auf die Serotypen 2 und 6 getestet. Die Untersuchung auf den Serotyp 2 erfolgt mittels eines hauseigenen blocking ELISA des DTU Vet (DTU Vet, Kopenhagen, Dänemark) und der Nachweis auf den Serotyp 6 mit einem hauseigenen indirekten ELISA ebenfalls vom DTU Vet (ANDRESEN, 2015). Die Spezifität der Tests liegt bei 99 % für den Test auf Serotyp 6 und bei 99,7 % für den Serotyp 2 (ANDRESEN, 2015). Die Sensitivität für den Test auf Serotyp 2 liegt bei 92,7 % und für den Serotyp 6 bei 98 % (ANDRESEN, 2015). Im Vergleich der Spezifitäten liegen die Typisierungstests der DanAvl gleichauf mit den Screeningtests der anderen Zuchtunternehmen. Jedoch bleibt zu bedenken, dass die Sicherheit, dass ein APP negativ getesteter Bestand auch tatsächlich negativ ist, bei der Verwendung eines Screeningtests größer ist, als bei der Untersuchung auf einzelne Serotypen. Die Untersuchungsmethoden zum Monitoring von B. hyodysenteriae reichen von der Kultur für die Topigs, über die Kultur mit anschließender PCR bei dem BHZP und der PIC bis hin zur direkten PCR Untersuchung ohne vorherige Kultivierung bei der Hypor. Die PCR bietet gegenüber der Anzucht den Vorteil, dass sie deutlich schneller Ergebnisse liefert und sensitiver ist. Jedoch wird bei einer PCR Untersuchung nicht zwischen lebenden und toten Erregern unterschieden. Hingegen kann das Vorhandensein von ausschließlich toten Bakterien bei einer Anzucht ein falsch negatives Ergebnis liefern. Die ADIAVET® BRACHY REALTIME PCR (ADIAGENE, Saint-Brieuc, Frankreich) weist mit einer Sensitivität von 100 % B. hyodysenteriae und B. pilosicoli nach und wird direkt aus 92 4. Ergebnisse dem Kot angesetzt (ADIAGENE Instruction Manual, 2014). Die PCR nach Rohde ist eine Differenzierungsmethode zur Unterscheidung von B. hyodysenteriae, B. pilosicoli, B. intermedia, B. murdochii und B. innocens und ist nur im Anschluss an eine Kultur möglich (ROHDE et al., 2002). Insgesamt bietet die PCR einen zeitlichen Vorteil gegenüber der Kultur bei guter Sensitivität. Treten jedoch in der Kultur verdächtige Kolonien auf, ist eine genauere Differenzierung des Erregers durch die PCR nach Rohde möglich, als durch die ADIAVET® BRACHY REALTIME PCR. Als einziges der ausgewählten Zuchtunternehmen findet bei der PIC eine Untersuchung auf L. intracellularis statt. Untersucht werden die Proben bei der IVD GmbH mit einer hauseigenen PCR nach Böhmer (IVD GmbH, Hannover, Deutschland). Die Nachweisgrenze dieses Tests liegt bei etwa 100 Genomen pro Reaktion, und in Studien konnten keine Kreuzreaktionen nachgewiesen werden (BÖHMER, 2015). Zur Untersuchung auf M. Hyo wird in den ausgewählten deutschen Zuchtorganisationen ausschließlich der IDEXX M. hyo. Ab Test (IDEXX Laboratories, Maine, USA) verwendet. Nach Herstellerangaben liegt die diagnostische Sensitivität des Tests bei 81,8 % und die diagnostische Spezifität bei 99,67 % (IDEXX Validation Data Report Mycoplasma hyopneumoniae Antibody Test Kit, 2008). Anders verhält es sich mit den Proben der DanAvl. Diese werden mithilfe eines hauseigenen blocking ELISA im DTU Vet (DTU Vet, Kopenhagen, Dänemark) geprüft. Für dieses Nachweisverfahren wird auf Herdenbasis sowohl die Sensitivität, als auch die Spezifität mit 100 % angegeben (SøRENSEN et al., 1997). Im Vergleich der beiden Testverfahren zeigt sich eine große Übereinstimmung in der Spezifität der Tests, die für beide Methoden sehr gute Ergebnisse zeigt. Im Hinblick auf die Sensitivität liefert der hauseigene blocking ELISA des DTU Vet jedoch eine bessere Nachweisrate. Daher scheint der hauseigene blocking ELISA des DTU Vet den IDEXX M. hyo Ab Test in puncto Zuverlässigkeit der Testergebnisse zu überbieten. Die Testverfahren zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida reichen bei den deutschen Zuchtunternehmen von der Vorkultivierung des Erregers mit anschließender PCR über den direkten Nachweis durch einen Antitoxin ELISA bis hin zur Untersuchung mittels hauseigener PCR durch die IVD GmbH. Die Proben der Hypor und der DanAvl werden durch 93 4.5 Vergleich der Testverfahren der verschiedenen Zuchtunternehmen den PMT ELISA (OXOID Deutschland GmbH, Wesel, Deutschland) untersucht. Für das BHZP und die PIC wird das Probenmaterial zunächst vorkultiviert, um im Anschluss daran mit der PCR nach Hotzel weiter getestet zu werden. Die PCR nach Hotzel liefert in Vergleichsstudien mit anderen Tests gute Übereinstimmungen bei den Ergebnissen (HOTZEL et al., 1997). Ebenfalls gute Übereinstimmungen mit den Ergebnissen anderer Testverfahren liefert der OXOID PMT ELISA (FOGED et al., 1988; DEAN et al., 2009). Die hauseigene PCR nach Böhmer (IVD GmbH, Hannover, Deutschland) wird nur bei den Proben der Topigs angewendet. Studien belegen für diesen Test eine untere Nachweisgrenze von 100 Genomen pro Reaktion, wobei keine Kreuzreaktionen für diesen Test bekannt sind (BÖHMER, 2015). Insgesamt zeigen alle verwendeten Tests gute Ergebnisse in Vergleichsstudien mit anderen Untersuchungsmethoden. Ein direkter Erregernachweis mittels PCR des Erregers bietet aber einen zeitlichen Vorteil gegenüber der Vorkultivierung des Erregers mit anschließendem PCR Nachweis. Bei den Nachweismethoden für Antikörper gegen Salmonellen werden bei den ausgewählten Zuchtorganisationen insgesamt drei verschiedene Testverfahren angewendet. Ausschließlich bei der PIC erfolgt zusätzlich ein direkter Erregernachweis auf Salmonellen mittels Anzucht. Der Antikörpernachweis bei dem BHZP, der PIC und der Topigs erfolgt durch den IDEXX Swine Salmonella Ab Test (IDEXX Laboratories, Maine, USA). Bei diesem Test wird in Studien eine diagnostische Spezifität von 99,4 % erreicht (IDEXX Validation Data Report IDEXX Swine Salmonella Ab Test, 2011). Der PIGTYPE® Salmonella Ab (QUIAGEN, Leipzig, Deutschland) wird bei den Proben der Hypor angewendet und erreicht eine diagnostische Sensitivität und Spezifität von 100 % (LDL Gebrauchsinformation PIGTYPE ® Salmonella Ab ELISA Kit for the Detection of Antibodies to Salmonella spp., 2013). Die Proben der DanAvl werden mittels eines hauseigenen indirekten ELISA des DTU Vet (DTU Vet, Kopenhagen, Dänemark) getestet. Dieser ELISA kann zum Nachweis einer Infektion mit Sal. typhimurium oder Sal. infantis auf Herdenbasis genutzt werden (NIELSEN et al., 1995). Bezogen auf die diagnostische Spezifität liefern sowohl der PIGTYPE® Salmonella Ab, als auch der Swine Salmonella Ab Test mit 100 % beziehungsweise 99,4 % sehr gute und sehr ähnliche Ergebnisse. Zu beachten sind jedoch die Unterschiede im Umfang der nachzuweisenden Serogruppen nach White-Kauffmann-Le Minor Schema für die verschiedenen Tests. Der Test der Firma IDEXX weist Antikörper gegen Sal. typhimurium, Sal. cholerasuis und 94 4. Ergebnisse Sal. infantis nach, das den Serogruppen B, C1 und D entspricht (IDEXX Validation Data Report IDEXX Swine Salmonella Ab Test, 2011). Der hauseigene DTU Vet Test hingegen richtet sich auf den Nachweis von Sal. typhimurium und Sal. infantis, dementsprechend Serogruppen B und C1 (NIELSEN et al., 1995). Der PIGTYPE® Salmonella Ab beinhaltet mit den Serogruppen B, C, D und E den größten Umfang an Serogruppen und kann damit auch mit größerer Wahrscheinlichkeit eine Infektion mit Salmonellen im Bestand nachweisen (LDL Gebrauchsinformation PIGTYPE® Salmonella Ab ELISA Kit for the Detection of Antibodies to Salmonella spp., 2013). Die Diagnostik zur Ermittlung von Antikörpern gegen das PRRS Virus erfolgt in den ausgewählten deutschen Zuchtunternehmen durch den Einsatz des PRRS X3 Ab Test (IDEXX Laboratories, Maine, USA). Dieser Test belegt in Studien eine diagnostische Sensitivität von 98,8 % und eine diagnostische Spezifität von 99,9 % (IDEXX Validation Data Report IDEXX PRRS X3 Ab Test, 2011). Die Proben zur Ermitllung der Sensitivität wurden am Tag 14 nach der Infektion entnommen (IDEXX Validation Data Report IDEXX PRRS X3 Ab Test, 2011). Der IDEXX PRRS X3 Ab Test ist sowohl zum Nachweis des US, als auch des EU-Typs geeignet (IDEXX Validation Data Report IDEXX PRRS X3 Ab Test, 2011). Die Untersuchung auf Antikörper gegen das PRRS Virus wird bei dem Auswahlbetrieb der DanAvl mit einem hauseigenen blocking ELISA (DTU Vet, Kopenhagen, Dänemark) durchgeführt. Der verwendete Test ist zur Unterscheidung zwischen Antikörpern gegen den EU und den USTyp des PRRS Virus ab dem siebten Tag nach der Infektion geeignet (SøRENSEN et al., 1998). Im Vergleich der verwendeten Testverfahren zeigt sich, dass beide Untersuchungsmethoden zum Nachweis von Antikörpern sowohl gegen den US, als auch gegen den EU-Typ geeignet sind, wobei der hauseigene ELISA des DTU Vet schon ab dem siebten Tag nach einer Infektion Antikörper anzeigt. Zusätzlich zur Antikörperuntersuchung erfolgt für Hypor, PIC und Topigs auch eine Untersuchung auf Antigen des PRRS Virus. Für diese Untersuchung wird bei Hypor und Topigs der VIROTYP® PRRSV (QUIAGEN, Leipzig, Deutschland) und bei der PIC der EZPRRSVTM MPX 4.0 (Tetracore, Rockville, USA) verwendet. Beide Tests ermöglichen eine Unterscheidung des PRRS Virus zwischen EU und US-Typ (LDL Gebrauchsinformation VIROTYPE® PRRSV, 2013; KITTAWORNRAT et al., 2014). Mittels des EZ-PRRSVTM 95 4.5 Vergleich der Testverfahren der verschiedenen Zuchtunternehmen MPX 4.0 wurden in Studien von geimpften Tieren zwischen 91 % und 97 % als positiv auf PRRS-Virus-Antigen ermittelt (OLSEN et al., 2013). Ähnliche Ergebnisse liefert der VIROTYP® PRRSV, für den eine diagnostische Sensitivität von 95,3 % und eine diagnostische Spezifität von 100 % angegeben werden (LDL Gebrauchsinformation VIROTYPE® PRRSV, 2013). Folglich bestehen für die beiden verwendeten Untersuchungsmethoden zum Nachweis von Antigen des PRRS Virus keine erheblichen Unterschiede in Bezug auf die Sensitivität und den Nachweis der beiden Genotypen. Die Untersuchungsmethode zum Nachweis von Antikörpern gegen S. scabiei var suis ist für BHZP, Hypor und Topigs jeweils der AFOSA SARCOPTES ELISA 2001® PIG (AFOSA GmbH, Blankenfelde-Mahlow, Deutschland). Der Test erreicht in Studien eine Sensitivität von 94 % und eine Spezifität von 97 % (AFOSA Gebrauchsinformation SARCOPTESELISA 2001® PIG, 2015). Für die DanAvl und die PIC erfolgt keine labordiagnostische Untersuchung auf Antikörper gegen S. scabiei var suis. 96 5. Diskussion 5. Diskussion Die Diskussion ist für eine verbesserte Übersichtlichkeit untergliedert in die Bereiche der Auswahlbetriebe, der externen und internen Biosecurity sowie den Bereich des Monitorings und eine Gesamtbetrachtung. 5.1 Auswahlbetriebe Die vorliegende Arbeit liefert einen Vergleich der Monitoringverfahren des Tiergesundheitsstatus in der Jungsauenaufzucht verschiedener Zuchtunternehmen am Beispiel von Betrieben mit SPF-Status und konventionellem Gesundheitsstatus. Verglichen wurden ausgewählte Jungsauenaufzuchtbetriebe der Zuchtunternehmen BHZP, DanAvl, Hypor, PIC und Topigs, die gemeinsam etwa 64,5 % Anteil am Jungsauenmarkt in Deutschland ausmachen (NIGGEMEYER, 2012; siehe Abbildung. 2). Für alle fünf Unternehmen wurde jeweils ein Betrieb mit einem SPF-Status und zusätzlich für die PIC und Topigs je ein Betrieb mit einem konventionellen Gesundheitsstatus in den Vergleich eingeschlossen. Den jeweiligen Zuchtunternehmen stand die Wahl des zu vergleichenden Jungsauenaufzuchtbetriebes frei. In Interviews mit Vertretern der Zuchtunternehmen wurden die vorliegenden Daten anhand eines Fragebogens erhoben. In den Vergleich flossen für die Auswahlbetriebe Informationen zu externer und interner Biosecurity ein sowie Daten über die in diesem Bestand untersuchten Erreger mit der entsprechenden Probenanzahl und Probenhäufigkeit. Die gewonnen Daten treffen jeweils nur für den entsprechenden Auswahlbestand des Zuchtunternehmens zu. Eine direkte Übertragung der gewonnenen Erkenntnisse auf andere Jungsauenaufzuchtbestände dieses Zuchtunternehmens mit vergleichbarem Gesundheitsstatus ist nicht möglich. 5.2 Externe Biosecurity Für die fünf SPF-Betriebe wurde jeweils der Abstand zum nächsten schweinehaltenden Betrieb erfasst. Dieser ist für die Biosecurity bzw. externe Bestandsabschirmung von Bedeutung, da unterschiedliche Erreger beispielsweise durch Schadnager oder Fliegen zwischen unterschiedlichen Betrieben übertragen werden können. Unter anderem wiesen FRIEDMAN et al. (2008) L. intracellularis in wildlebenden Mäusen und Ratten von betroffenen Schweinebeständen nach und halten eine Übertragung von L. intracellularis über Nagetiere für 97 5.2 Externe Biosecurity möglich. Weiterhin ist die Übertragung von M. Hyo über die Luft bei kalten und feuchten Außentemperaturen, wie sie häufig im Herbst und Winter herrschen, über eine Distanz von 3,2 km möglich (GOODWIN, 1985). Neuere Studien weisen eine Übertragung über die Luft von M. Hyo und auch des PRRS Virus noch in 4,7 km beziehungsweise 9,2 km Entfernung zur infizierten Herde nach (DEE et al., 2009; OTAKE et al., 2010). MORTENSEN et al. (2002) identifizieren infizierte Nachbarbetriebe als Risikofaktoren zur Erregerübertragung zwischen Tierbeständen. Festzuhalten ist, dass insgesamt ein größtmöglicher Abstand zum nächsten schweinehaltenden Betrieb als vorteilhaft für den Erregerstatus des Zuchtbestandes zu werten ist. Aus der vorliegenden Arbeit ergibt sich, dass für die verschiedenen Betriebe große Unterschiede in Bezug auf den Abstand zum Nachbarbetrieb vorliegen. Bei der Hypor mit 1300 Metern und der DanAvl mit 1500 Metern finden sich die geringsten geforderten Abstände für die ausgewählten SPF-Betriebe und für die Topigs mit etwa acht Kilometern der größte Abstand zum nächsten schweinehaltenden Betrieb. Folglich ist die Gefahr des Erregereintrages aus Nachbarbeständen für den Auswahlbetrieb der Topigs geringer, als für die Betriebe der Hypor und DanAvl. Für die beiden verglichenen Betriebe der PIC (P 2) und Topigs (T 2) mit konventionellem Gesundheitsstatus liegen die Abstände zum nächsten schweinehaltenden Betrieb für den Betrieb P 2 bei über drei Kilometer und beim Betrieb T 2 bei unter einem Kilometer. Daraus ergibt sich, dass für die beiden PIC-Betriebe jeweils ein Abstand von über 3000 Metern zum nächsten schweinehaltenden Betrieb vorliegt. Für die Topigs-Betriebe hingegen erscheint der Unterschied zwischen dem SPF-Betrieb mit über acht Kilometern und dem konventionellen Betrieb mit unter einem Kilometer immens. Insgesamt ergeben sich bei der PIC in Bezug auf die untersuchten Zuchtbetriebe und den Abstand zum nächsten Schweinebestand große Übereinstimmungen zwischen einem Bestand mit SPF-Status und einem Betrieb mit einem niedrigeren Gesundheitsstatus. Anders verhält es sich im Vergleich zweier Topigs Betriebe, da in dem Beispiel der Auswahlbetriebe der Abstand zum nächsten schweinehaltenden Betrieb im SPF-Bestand acht-mal so groß ist wie im konventionellen Bestand. Einen weiteren Risikofaktor zum Erregereintrag stellt der Personenverkehr dar, der sich aus Personal- und Besucherverkehr zusammensetzt. Strenge Vorschriften für den Zutritt zu den Stallungen sind für den Landwirt und die Stallbesucher durch die Vorgaben der Schweinehaltungshygieneverordnung verpflichtend. Sie erscheinen weiterhin sinnvoll, da die Übertragung 98 5. Diskussion des PRRS Virus auch indirekt über den Personenverkehr sowie über Vektoren wie zum Beispiel Overalls und Stiefel möglich ist (PITKIN et al., 2009a). Jedoch zeigen BATISTA et al. (2004), dass keine Übertragung von M. Hyo durch den Personenverkehr erfolgt, wenn die Kontaktpersonen sowohl die Kleidung wechseln, als auch einduschen. In Bezug auf das Einduschen vor dem Betreten der Stallungen herrscht große Einigkeit für die fünf Auswahlbetriebe der Zuchtunternehmen. Bei allen fünf zum Vergleich herangezogenen Betrieben besteht die Verpflichtung zum Einduschen, bevor Zutritt zu den Stallungen gewährt wird. Ebenfalls haben Betriebe, in denen eine Hygieneschleuse und eine Dusche integriert sind, geringere Seroprävalenzen für Salmonella spp. (VICO und MAINAR-JAIME, 2012). Weiterhin herrscht Einigkeit im Hinblick auf die Karenzzeiten, die für BHZP, DanAvl, Hypor und Topigs mit jeweils 48 Stunden angegeben sind. Ausschließlich die PIC fordert mit drei Nächten und zwei Tagen noch längere Zeitabstände zwischen dem Besuch zweier schweinehaltender Betriebe. Somit ergeben sich für die Auswahlbetriebe keine Unterschiede im Bezug auf das Einduschen und nur geringe Differenzen bei den Karenzzeiten, so dass die Standards für alle verglichenen Zuchtbetrieb als hoch angesehen werden können. Ebenfalls den SPF-Standards entsprechend herrscht auch auf den konventionellen Betrieben von PIC und Topigs die Verpflichtung zum Einduschen vor Betreten der Stallungen. Die Karenzzeiten sind bei dem Betrieb P 2 mit drei Tagen und zwei Nächsten identisch zum SPFBestand und beim Betrieb T 2 auf 24 Stunden herabgesetzt. Folglich sind die Ansprüche für den Betrieb P 2 höher als für den Betrieb T 2. Im Vergleich innerhalb der Unternehmen findet nur bei der Topigs eine Absenkung des Sicherheitsniveaus im Bezug auf die Karenzzeiten statt. Eine Infektion der Jungsauen ist nicht nur während der Aufzuchtphase innerhalb der Stallungen möglich, sondern auch der Transport zum Endkunden stellt ein Risiko für die Erregeraufnahme dar. DEE et al. (2005) zeigen, dass eine effektive Möglichkeit zur Vermeidung der Übertragung des PRRS Virus über Aerosol innerhalb von Stallungen in der Anwendung von Luftfiltern besteht. Im Vergleich von drei verschiedenen Luftfiltermethoden zeigt die high-efficiency particulate air (HEPA) Filtration einen effektiven Schutz vor der Aerosolübertragung (DEE et al., 2006). Eine kostengünstige Alternative, bestehend aus Mosquitonetz, Fiberglass und elektrostatischem Filter, oder die UV-Bestrahlung sind weniger effektiv, als die HEPA-Filtration (DEE et al., 2006). Für keinen der fünf untersuchten SPF- 99 5.3 Interne Biosecurity Betriebe wird eine Filterung der gesamten Stallluft vorgenommen. Hier bestünde also noch Steigerungspotential, um einen noch größeren Schutz beispielsweise vor dem Eintrag des PRRS Virus über Aerosol zu bieten. Jedoch bleibt zu bedenken, dass eine Konditionierung der Zuluft mittels HEPA-Filter auch mit hohen Investitionskosten für den Betrieb verbunden ist. Anders als bei der Zuluftfilterung für die Stallluft verhält es sich bei der Ausstattung der Transportfahrzeuge, die für den Viehverkehr zum Endkunden bestimmt sind. Die Spannweite reicht von LKW, die sowohl mit HEPA-Filter als auch mit einer UV-Bestrahlung ausgerüstet sind, wie es für Topigs und DanAvl der Fall ist, bis hin zu keinerlei Luftreinigung bei Transportfahrzeugen, die die Jungsauen aus dem Auswahlbetrieb des BHZP transportieren. Im mittleren Segment bewegen sich in diesem Fall Hypor und PIC, da die LKW der Hypor alle mit UV-Bestrahlung und die der PIC teilweise mit UV-Bestrahlung ausgestattet sind. Für die PIC ist jedoch positiv hervorzuheben, dass für diesen Auswahlbetrieb ein betriebseigener LKW zur Verfügung steht, so dass ein Kontakt zu betriebsfremden Tieren ausgeschlossen ist. Hieraus ergibt sich, dass ein Erregerkontakt während des Transports der SPF-Jungsauen für Tiere aus den Betrieben der Topigs und DanAvl weniger wahrscheinlich ist, als für die Tiere aus dem Betrieb des BHZP. Die Tiere des konventionellen Betriebes werden bei Topigs auf einem betriebseigenen Fahrzeug ohne Zuluftkonditionierung gefahren. Bei PIC werden die Jungsauen des konventionellen Betriebes auf einem unternehmenseigenen LKW transportiert, wobei angestrebt wird, möglichst viele Jungsauen auf Transportern mit Zuluftfilterung durch UV-Bestrahlung zu transportieren. Im Vergleich der Standards der Unternehmen beim Transport der SPF-Jungsauen und der konventionellen Jungsauen ergeben sich große Unterschiede für Topigs und PIC. Für beide Unternehmen erfolgt eine Reduzierung der Sicherheitsmaßnahmen beim Transport der Jungsauen mit konventionellem Gesundheitsstatus. 5.3 Interne Biosecurity Im Hinblick auf eine Erregerausbreitung im Bestand ist die interne Biosecurity in den Stallungen von großem Interesse. In Beständen, die mit B. hyodysenteriae befallen sind, wird der Erreger oft über die Aufnahme von infektiösem Kot verbreitet, besonders häufig ist dies der Fall bei kontinuierlicher Belegung der Stallungen oder in Beständen mit geringer 100 5. Diskussion Biosicherheit (HAMPSON, 2012). Auch L. intracellularis wird fäkal-oral zwischen den Tieren eines Bestandes übertragen, wobei Kotreste, anderes organisches Material oder Insekten dazu dienen können, den Erreger auf andere Schweine zu übertragen (McORIST und GEBHART, 2012). Das Alles-Rein-Alles-Raus Verfahren mit anschließender Reinigung und Desinfektion kann die Ausbreitung von B. hyodysenteriae verhindern und das Risiko für eine hohe Anzahl an L. intracellularis seropositiven Tieren im Bestand reduzieren (HAMPSON, 2012; BRONSVOORT et al., 2001). Allen fünf SPF-Auswahlbetrieben ist eine Belegung der Stallungen im Alles-Rein-Alles-Raus Verfahren mit anschließender Reinigung und Desinfektion der Stallungen gemeinsam, so dass davon auszugehen ist, dass eine Erregerverbreitung innerhalb des Tierbestandes in den verglichenen Betrieben reduziert ist. Bezogen auf eine Erregerverbreitung innerhalb des Tierbestandes ergeben sich für die beiden konventionellen Betriebe keinerlei Unterschiede zu Betrieben mit dem höheren Gesundheitsstatus. Sowohl für den Betrieb P 2, als auch für den Betrieb T 2 erfolgt die Belegung der Stallabteilungen im Alles-Rein-Alles-Raus Verfahren. 5.4 Monitoring In Bezug auf die Probenanzahl, die Probenhäufigkeiten und die verwendeten Testverfahren ergeben sich für die einzelnen Pathogene zum Teil deutliche Unterschiede zwischen den fünf Auswahlbetrieben mit SPF-Status sowie den zwei Betrieben mit konventionellem Gesundheitsstatus. 5.4.1 Actinobacillus pleuropneumoniae Die Streuweite des Monitorings in den SPF-Betrieben reicht für APP von der rein adspektorischen Untersuchung der Schlachtlungen negativ selektierter Jungsauen bei der PIC über eine serotyp-spezifische Untersuchung von 240 Blutproben auf Serotyp 2 pro Jahr bei der DanAvl bis hin zum Vollscreening von 180 Blutproben bei der Hypor. Ähnliche Probenanzahlen finden sich mit 64 beziehungsweise 60 Blutproben pro Jahr bei dem BHZP und der Topigs. Eine Beschränkung der Untersuchung auf einzelne Serotypen, wie es bei DanAvl der Fall ist, ist mit dem Risiko verbunden, eine Infektion mit APP durch andere, nicht kreuzreagierende Serotypen zu übersehen. Jedoch ist auch zu beachten, dass die geographische Verteilung der Serotypen sehr verschieden ist (HEINRITZI, 2006a). In Nordamerika sind die Sero- 101 5.4 Monitoring typen 1 und 5 häufig, wohingegen in Europa der Serotyp 2 am häufigsten bei Ausbrüchen gefunden wird (GOTTSCHALK, 2012). Wichtig ist ebenfalls, dass die verschiedenen Serotypen unterschiedlich virulent sind. So werden die Serotypen 1, 5, 9, 10 und 11 als hochvirulent angesprochen (HEINRITZI, 2006a). Im Hinblick auf die APP-Screeningtests werden von den ausgewählten Zuchtunternehmen verschiedene Testverfahren zur Untersuchung verwendet. Die Hypor und die Topigs verwenden jeweils den IDEXX APP-ApxIV Ab Test (IDEXX, Maine, USA), der alle Serotypen von APP umfasst und eine Sensitivität von 93,8 % und eine Spezifität von 100 % aufweist (DREYFUS et al., 2004). Der Nachweis aller Serotypen durch einen einzigen Test ist möglich, da SCHALLER et al. (1999) ein RTXToxin, das ApxIV, nachweisen konnten, das ausschließlich in vivo und unabhängig über alle Serotypen hinweg produziert wird. Das BHZP lässt Blutproben mit dem ID Screen® APP (IDvet, Grabels, Frankreich) untersuchen. Der ID Screen® APP der Firma IDvet erfasst die Serotypen eins bis zwölf, und Studien belegen eine Spezifität von 98,9 % (LESCEU und POURQUIER, 2011). Im Vergleich des IDEXX APP-ApxIV Ab Test mit dem IDvet ID Screen® APP finden sich in 84 % der Untersuchungsergebnisse Übereinstimmungen (BRACKMANN und BAIER, 2011). Ein Vollscreening über alle Serotypen von APP erfolgt sowohl bei der Hypor, als auch bei der Topigs, wobei die Hypor mit 180 Blutproben pro Jahr den dreifachen Probenumfang untersuchen lässt im Vergleich zur Topigs. Daher erscheint das Monitoring im Auswahlbetrieb der Hypor auf APP den größten Probenumfang im Vollscreening über alle Serotypen zu beinhalten. Im Vergleich zu den anderen Auswahlbetrieben scheint das Untersuchungsschema im Auswahlbetrieb der Hypor die größte Wahrscheinlichkeit des Nachweises einer APP-Infektion zu bieten. Im Vergleich der ausgewählten Zuchtbetriebe der PIC mit SPF (P 1) und konventionellem Gesundheitsstatus (P 2) ergibt sich kein Unterschied für die Untersuchung auf APP. Für beide Betriebe erfolgt das routinemäßige Monitoring auf APP durch Schlachtchecks negativ selektierter Jungsauen. Bei den beiden ausgewählten Betrieben der Topigs ergeben sich hingegen große Unterschiede. So werden im SPF-Betrieb T 1 im Jahr mit 60 Blutproben doppelt so viele Untersuchungen durchgeführt wie im konventionellen Betrieb T 2. Insgesamt ergibt sich daher sowohl ein Unterschied im Monitoring auf APP innerhalb der verschiedenen Gesundheitsstatus bei der Topigs als auch zwischen den beiden konventionellen Betrieben der PIC und der Topigs (siehe Kapitel 4.4.1 Tabelle 32). Somit ist die labordiagnostische Untersu- 102 5. Diskussion chung auf APP sowohl im Betrieb T 1 als auch im Betrieb T 2 umfangreicher als im Betrieb P 1 und P 2. 5.4.2 Brachyspira hyodysenteriae Eine labordiagnostische Untersuchung auf B. hyodysenteriae wird in den SPF-Auswahlbetrieben von BHZP, Hypor, PIC und Topigs durchgeführt. Für die DanAvl erfolgt das Monitoring durch eine klinische Untersuchung bei den Routinebestandsbesuchen des Tierarztes. Die Probenanzahlen pro Jahr reichen von 15 Kotproben bei der Hypor über 32 Kottupfer bei dem BHZP bis hin zu zwölf Poolkotproben als Mischung aus jeweils drei Kotproben bei der Topigs. Als einziges Unternehmen werden die Kotproben bei der Topigs vor der Untersuchung gepoolt. Eine Kostensenkung durch die Verwendung von Poolproben als Mischung aus bis zu fünf Einzelproben ist möglich, ohne die diagnostische Aussagekraft des Ergebnisses zu beeinflussen (FELLSTRÖRM et al., 2001). Der geringste Probenumfang findet sich im Auswahlbetrieb der Hypor, wobei hier mit dem ADIAVET® BRACHY REALTIME (ADIAGENE, Saint-Brieuc, Frankreich) eine PCR direkt aus dem Kot durchgeführt wird. Dies bietet den Vorteil, dass die Untersuchungszeit gegenüber der Anzucht des Erregers auf Selektivnährböden deutlich verkürzt ist (ELDER et al., 1994; ATYEO et al., 1998). Bei BHZP, PIC und Topigs hingegen wird zunächst eine Kultur angelegt, die beim Vorliegen verdächtiger Kolonien bei dem BHZP und der PIC noch mit einer PCR nach Rohde weiteruntersucht werden. Die zusätzliche Untersuchung verdächtiger Kolonien ist positiv zu sehen, da bei Mischinfektionen mit mehreren Brachyspiren die PCR Klarheit verschaffen kann in Bezug auf die Speziesdiagnose (FELLSTRÖM et al., 2001). Insgesamt jedoch sind keine Unterschiede in der Sensitivität von Kultur, PCR und PCR im Anschluss an die Kultur bekannt (ELDER et al., 1994; FELLSTRÖM et al., 2001). Folglich bietet im Vergleich aller ausgewählten SPF-Betriebe das Beprobungsschema der Topigs die größte diagnostische Sicherheit und ist der rein adspektorischen Untersuchung im Auswahlbetrieb der DanAvl im Bezug auf die Sicherheit des Untersuchungsverfahrens deutlich überlegen. Im Vergleich der ausgewählten Zuchtbetriebe der Topigs mit SPF (T 1) und konventionellem Gesundheitsstatus (T 2) ergibt sich kein Unterschied im Hinblick auf die Untersuchung von B. hyodysenteriae. Für beide Betriebe werden pro Jahr 12 Kotproben als Pool aus jeweils drei Einzelkotproben untersucht. Bei den beiden ausgewählten Betrieben der PIC ergeben sich 103 5.4 Monitoring hingegen große Unterschiede. So werden im SPF-Betrieb P 1 im Jahr 20 Kotproben getestet, im konventionellen Betrieb P 2 hingegen nur 6 Kotproben. Insgesamt ergibt sich daher sowohl ein Unterschied im Monitoring auf B. hyodysenteriae zwischen den Betrieben mit verschiedenem Gesundheitsstatus bei der PIC, als auch zwischen den beiden konventionellen Betrieben der PIC und der Topigs (siehe Kapitel 4.4.2 Tabelle 33). So ist sowohl das Monitoring im Betrieb P 1, als auch das Monitoring im Betrieb T 2 deutlich umfangreicher, als das Monitoring im Betrieb P 2. 5.4.3 Lawsonia intracellularis Eine labordiagnostische Untersuchung zum Nachweis von L. intracellularis findet ausschließlich für den SPF-Auswahlbetrieb der PIC statt. Hierfür werden pro Jahr insgesamt 20 Kotproben mittels einer hauseigenen PCR der IVD GmbH untersucht. Für den Auswahlbetrieb der DanAvl ist eine klinische Untersuchung auf L. intracellularis als Monitoring angegeben, jedoch findet diese auch für die verbleibenden drei Zuchtunternehmen im Zuge von routinemäßigen Bestandsbesuchen des Tierarztes statt, ohne näher erwähnt zu werden. Laut JACOBSON et al. (2004b) ist die beste Möglichkeit zur Diagnostik von L. intracellularis als Verursacher von akuten Durchfallerkrankungen die PCR aus Kot- oder Gewebeproben. Da ausschließlich im Auswahlbetrieb der PIC ein labordiagnostisches Monitoring erfolgt, ist für diesen Bestand die Wahrscheinlichkeit des Nachweises einer möglichen L. intracellularis-Infektion am größten und das Untersuchungsschema das umfangreichste. Im Vergleich der ausgewählten Zuchtbetriebe der Topigs mit SPF (T 1) und konventionellem Gesundheitsstatus (T 2) ergibt sich kein Unterschied im Hinblick auf die Untersuchung von L. intracellularis, da in beiden Betrieben keine Proben zur Untersuchung auf L. intracellularis entnommen werden. Bei den beiden ausgewählten Betrieben der PIC ergeben sich hingegen große Unterschiede. So werden im SPF-Betrieb P 1 im Jahr 20 Kotproben getestet, im konventionellen Betrieb P 2 hingegen nur 6 Kotproben. Insgesamt ergibt sich daher sowohl ein Unterschied im Monitoring auf L. intracellularis zwischen den Betrieben mit unterschiedlichem Gesundheitsstatus bei der PIC, als auch zwischen den beiden konventionellen Betrieben der PIC und der Topigs (siehe Kapitel 4.4.3 Tabelle 34). So ist sowohl das Monitoring im Betrieb P 1 als auch das Monitoring im Betrieb P 2 deutlich umfangreicher als das Monitoring im Betrieb T 1 und T 2. 104 5. Diskussion 5.4.4 Mycoplasma hyopneumoniae Große Unterschiede ergeben sich für die SPF-Auswahlbetriebe der fünf Zuchtunternehmen ebenfalls bei der Untersuchung auf M. Hyo. Der Probenumfang reicht von 60 Blutproben pro Jahr bei der Topigs bis hin zu 360 Blutproben pro Jahr bei der PIC. Im Hinblick darauf, dass für BHZP, Hypor, PIC und Topigs mit dem M. hyo. Ab Test (IDEXX, Maine, USA) derselbe Test verwendet wird, lässt die PIC den sechsfachen Probenumfang im Vergleich zur Topigs auf M. Hyo untersuchen. Der M. hyo. Ab Test der Firma IDEXX zeigt in Studien eine diagnostische Sensitivität von 81.8 % und eine diagnostische Spezifität von 99,67 % (IDEXX Validation Data Report Mycoplasma hyopneumoniae Antibody Test Kit, 2008). Der ELISA ist als Nachweismöglichkeit zur Diagnostik von M. Hyo sehr weit verbreitet (THACKER und MINION, 2012). Zur Analyse des Herdenstatus im Bezug auf M. Hyo erfolgt optimalerweiser eine Kombination aus ELISA, PCR und Schlachthofcheck (SIBILA et al., 2009). Diese Kombination aus ELISA, PCR und Schlachthofcheck wird für keinen der fünf Auswahlbetriebe durchgeführt. Als einziges Zuchtunternehmen wählt das BHZP zusätzlich zu den 260 Blutproben pro Jahr 120 Lungenproben als immunhistologische Kontrolle. Untersuchungen haben ergeben, dass der Nachweis einer Infektion mit M. Hyo sowohl über die Anzucht, den Erregernachweis aus Nasentupfern, verändertem Lungengewebe oder Lungenspülproben, als auch über die Serologie möglich ist (THACKER und MINION, 2012). Die Anzucht auf Spezialnährmedien von M. Hyo gilt als Goldstandard, ist aber zeitaufwändig, kostenintensiv und führt häufig zu falschen Ergebnissen (KURTH et al., 2002). Insgesamt erscheint das Untersuchungsschema des BHZP mit 260 Blutproben und 120 Lungenproben pro Jahr sehr umfangreich und solide. Ebenfalls umfangreich ist die Entnahme von 360 Blutproben pro Jahr bei der PIC. Im Gegensatz dazu ist das Monitoringverfahren der Topigs mit 60 Blutproben pro Jahr deutlich im Probenumfang reduziert. Der Vergleich der ausgewählten Zuchtbetriebe der Topigs mit SPF (T 1) und konventionellem Gesundheitsstatus (T 2) und der Zuchtbetriebe der PIC mit SPF (P 1) und konventionellem Gesundheitsstatus (P 2) ergibt deutliche Unterschiede im Hinblick auf die Untersuchung auf M. Hyo. In den beiden konventionellen Betrieben P 2 und T 2 werden keine Proben zur Untersuchung auf M. Hyo entnommen, da in beiden Beständen gegen M. Hyo geimpft wird. Das Monitoring auf M. Hyo erfolgt im Betrieb P 2 mit Hilfe von Schlachtchecks. Daher ergibt sich sowohl ein Unterschied im Monitoring auf M. Hyo zwischen den Betrieben mit 105 5.4 Monitoring unterschiedlichem Gesundheitsstatus bei der PIC, als auch bei der Topigs (siehe Kapitel 4.4.4 Tabelle 35). 5.4.5 Toxinbildende Pasteurella multocida Ein labordiagnostisches Screening zur Untersuchung auf toxinbildende P. multocida wird in allen fünf SPF-Auswahlbetrieben vorgenommen. ACKERMANN et al. (1994) erklären, dass als Probenmaterial zum Nachweis von toxinbildenden P. multocida sowohl Tupfer oder Gewebeproben der Tonsillen, als auch Nasentupfer möglich sind. Jedoch wird der Erreger häufiger und auch in größerer Anzahl aus Tonsillenproben, als aus Nasentupfern nachgewiesen (ACKERMANN et al., 1994). Als Probenmaterial zum Nachweis von toxinbildenden P. multocida werden in allen Auswahlbetrieben Nasentupfer verwendet, die für den Auswahlbetrieb der Topigs zu einer Poolprobe aus vier Einzeltupfern zusammengefasst werden. Für die verbleibenden vier Unternehmen wird jeder Nasentupfer einzeln ausgewertet. Die meisten Tupfer, insgesamt 80 Stück pro Jahr, lässt die PIC untersuchen. Hierfür wird, wie auch für die Proben des BHZP, die Vorkultur mit anschließender PCR nach HOTZEL et al., (1997) angewendet. Die PCR nach Hotzel erzielt im Vergleich mit einem ELISA gute Übereinstimmungen in den Testergebnissen, wobei eine Untersuchung der Proben auch ohne Vorkultivierung des Erregers mit dieser PCR möglich ist (HOTZEL et al., 1997). Für die 45 Nasentupfer pro Jahr, die im Auswahlbetrieb der Hypor entnommen werden, wird als Test der PMT ELISA (OXOID Deutschland GmbH, Wesel, Deutschland) eingesetzt. Die Entwicklung eines P. multocida-Toxin-ELISAs in Dänemark ermöglicht eine schnelle und sichere Unterscheidung zwischen toxinbildenden und nichttoxinbildenden P. multoicida Stämmen, so dass auf eine aufwändige Zellkultur (RUTTER und LUTHER, 1984) oder Labortierversuche mit Mäusen (PIJOAN et al., 1984) verzichtet werden kann (FOGED et al., 1988). Weiterhin liefert der OXOID PMT ELISA in Vergleichsstudien mit einem hauseigenen PMT ELISA des Danish National Veterinary Institute sowohl 100 % Übereinstimmung bei den positiven, als auch bei den negativen Testergebnissen (DEAN et al., 2009). Im Vergleich der fünf SPFAuswahlbetriebe ergibt sich das Monitoringverfahren der PIC insgesamt als das umfangreichste. Im Vergleich der ausgewählten Zuchtbetriebe der PIC mit SPF (P 1) und konventionellem Gesundheitsstatus (P 2) ergibt sich kein Unterschied im Hinblick auf die Untersuchung auf toxinbildende P. multocida. In beiden Betrieben werden pro Jahr 80 Nasentupfer auf den 106 5. Diskussion Erreger der Schnüffelkrankheit getestet. Bei den beiden ausgewählten Betrieben der Topigs ergeben sich hingegen deutliche Unterschiede. So werden im SPF-Betrieb T 1 im Jahr 16 Poolproben getestet, im konventionellen Betrieb T 2 hingegen nur 8 Poolproben. Insgesamt ergibt sich daher sowohl ein Unterschied im Monitoring auf toxinbildende P. multocida zwischen den Betrieben mit unterschiedlichem Gesundheitsstatus bei der Topigs, als auch zwischen den beiden konventionellen Betrieben der PIC und der Topigs (siehe Kapitel 4.4.5 Tabelle 36). Somit ergibt sich bei der PIC keine Abstufung der Probenanzahl bei konventionellen Betrieben im Monitoring auf toxinbildende P. multocida, im Gegensatz zu den ausgewählten Betrieben der Topigs. 5.4.6 Salmonella spp. Ein Screeningverfahren auf Antikörper gegen Salmonella spp. erfolgt in allen fünf SPFAuswahlbetrieben. Antikörper gegen Salmonella spp. lassen sich ab etwa drei Wochen nach der Infektion nachweisen (SRINAND et al., 1995). Der Probenumfang der Monitoringuntersuchungen schwankt dabei von 120 Blutproben pro Jahr für den Betrieb der DanAvl bis hin zu 45 Blutproben pro Jahr bei dem Hyporbetrieb. Für den Auswahlbetrieb der PIC werden zusätzlich zu den 60 Blutproben pro Jahr 20 Kotproben zum direkten Erregernachweis entnommen. Zu beachten ist jedoch, dass Salmonellen nur intermittierend ausgeschieden werden. So belegen Studien, dass nur bei 3,7 % der Tiere öfter als einmal Salmonellen aus dem Kot kultiviert werden können (KRANKER et al., 2003). Als Testverfahren werden bei BHZP, PIC und Topigs der Swine Salmonella Ab Test (IDEXX, Maine, USA) und für die Proben der Hypor der PIGTYPE® Salmonella Ab (QUIAGEN, Leipzig, Deutschland) verwendet. Beide Tests weisen gute Ergebnisse im Hinblick auf die diagnostische Spezifität auf, die für den PIGTYPE® Salmonella Ab mit 100 % und für den Swine Salmonella Ab Test mit 99,4 % angegeben wird (LDL Gebrauchsinformation PIGTYPE ® Salmonella Ab ELISA Kit for the Detection of Antibodies to Salmonella spp., 2013; IDEXX Validation Data Report IDEXX Swine Salmonella Ab Test, 2011). Aufgrund der geringeren Sensitivität der Kultur bietet die Serologie einen besseren Überblick über die tatsächliche Seroprävalenz der Herde, so dass zur Ermittlung des Herdenstatus der Serologie der Vorzug gegenüber der Kultur gegeben werden sollte (LO FO WONG et al., 2003). Insgesamt stellt damit das Monitoringverfahren der DanAvl ein gutes Beispiel für eine intensive serologische Kontrolle des Schweinebestandes dar, da für diesen Betrieb knapp doppelt so viele Blutproben auf das 107 5.4 Monitoring Vorhandensein von Antikörpern gegen Salmonella spp. geprüft werden, als für den nächstfolgenden Betrieb des BHZP. Im Vergleich der ausgewählten Zuchtbetriebe der Topigs mit SPF (T 1) und konventionellem Gesundheitsstatus (T 2) ergibt sich kein Unterschied im Hinblick auf die Untersuchung auf Salmonella spp., da in beiden Betrieben 60 Blutproben pro Jahr zur Untersuchung entnommen werden. Bei den beiden ausgewählten Betrieben der PIC ergeben sich hingegen leichte Unterschiede. So werden im SPF-Betrieb P 1 im Jahr 60 Blutproben und 20 Kotproben getestet, im konventionellen Betrieb P 2 hingegen sind es auch 60 Blutproben im Jahr, jedoch nur 6 Kotproben. Insgesamt ergibt sich daher bei beiden Zuchtunternehmen kein Unterschied in Bezug auf die serologische Untersuchung auf Salmonella spp. bei den ausgewählten konventionellen und SPF-Betrieben. Eine Abstufung im Monitoring des konventionellen Betriebes der PIC findet dahingehend statt, dass die Anzahl der Kotproben pro Jahr auf 6 Proben reduziert ist (siehe Kapitel 4.4.6 Tabelle 37). 5.4.7 Porcines Respiratorisches und Reproduktives Syndrom Virus Bei der Untersuchung auf das PRRS Virus wird in dieser Arbeit unterschieden zwischen der Untersuchung auf Antikörper und Antigen. Eine Antikörperuntersuchung findet in allen fünf SPF-Auswahlbetrieben statt, wohingegen die Antigenuntersuchung nur bei der Hypor, PIC und Topigs Anwendung findet. Die Untersuchung auf Antikörper gegen das PRRS Virus wird in den verschiedenen SPFBetrieben mit unterschiedlichem Probenumfang durchgeführt. So ergibt sich der geringste Probenumfang mit 96 Blutproben pro Jahr bei dem BHZP. Der größte Probenumfang mit 360 Blutproben pro Jahr findet sich im Monitoringverfahren der PIC. Die Anzahl der Untersuchungsergebnisse in einem Jahr ist für die PIC daher über 3,5 mal so hoch wie für das BHZP. Als Testverfahren wird in allen ausgewählten deutschen Betrieben der PRRS X3 Ab Test (IDEXX, Maine, USA) verwendet. Die Proben von DanAvl werden mittels hauseigener blocking ELISA im DTU Vet (DTU Vet, Kopenhagen, Dänemark) untersucht. Für den PRRS X3 Ab Test wird eine diagnostische Spezifität von 99,9 % und eine diagnostische Sensitivität von 98,8 % angegeben (IDEXX Validation Data Report IDEXX PRRS X3 Ab Test, 2011). Weiterhin wurden in einer Studie an geimpften Tieren mit dem PRRS X3 Ab Test 96 – 97 % der Tiere als Antikörper positiv identifiziert (OLSEN et al., 2013). Bezüglich der Untersuchung auf Antikörper gegen das PRRS Virus zeigen sich nur zwei unterschiedliche Testme- 108 5. Diskussion thoden für die fünf Zuchtunternehmen. Jedoch ergeben sich deutlichere Differenzen im Hinblick auf den Probenumfang. Die PIC lässt mit 360 Blutproben pro Jahr doppelt so viele Nachweise führen, wie die DanAvl mit 180 Blutproben pro Jahr und über 3,5 mal so viele wie das BHZP mit 96 Blutproben pro Jahr. Im Vergleich bietet daher das Untersuchungsschema der PIC mehr Sicherheit, im Falle einer PRRS-Virus-Infektion einen positiven Antikörpernachweis zu finden, als dies bei den Monitoringverfahren der verbleibenden Zuchtunternehmen der Fall ist. Eine Untersuchung auf Antigen des PRRS Virus wird nur in drei der fünf SPF-Auswahlbetriebe durchgeführt: von Hypor, PIC und Topigs. Das PRRS Virus wird mit unterschiedlichen Körperflüssigkeiten, wie zum Beispiel dem Nasensekret, dem Samen oder dem Kot ausgeschieden und kann bis zu 14 Tage im Urin, 21 Tage im Serum, 35 Tage in Trachealflüssigkeit, 42 Tage im Speichel und 84 Tage in Rachenproben nachgewiesen werden (CHRISTIANSON et al., 1993; WILLS et al., 1997). Andere Quellen belegen, dass virale RNA zwischen Tag eins und 31 nach der Infektion im Serum und zwischen Tag drei bis 25, zum Teil auch bis zum Tag 92 nach der Infektion im Samen auftritt (CHRISTOPHERHENNINGS et al., 1995a). In allen drei Zuchtunternehmen wird Serum als Probenmaterial verwendet. Ebenfalls wird in allen drei Unternehmen eine Untersuchung von Poolproben durchgeführt, die für Hypor und Topigs als Pool aus fünf und bei PIC als Mischprobe aus drei Einzelproben bestehen. Der Probenumfang reicht von 120 untersuchten Poolproben pro Jahr bei PIC über 24 Poolproben bei Topigs bis hin zu neun Poolproben pro Jahr bei Hypor. Zum Erregernachweis sind verschiedene PCR-Protokolle beschrieben, da die PCR der direkten Isolierung des Virus überlegen ist (CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 1995b). Die Proben von Topigs und Hypor werden mittels VIROTYP® PRRSV (QUIAGEN, Leipzig, Deutschland) getestet, welches eine diagnostische Sensitivität von 95,3 % und eine diagnostische Spezifität von 100 % aufweist (LDL Gebrauchsinformation VIROTYPE® PRRSV, 2013). Die Proben der PIC werden mittels EZ-PRRSVTM MPX 4.0 (Tetracore, Rockville, USA) untersucht, welches in Studien an geimpften Tieren zwischen 91 - 97 % der Proben als RNA positiv erkennt (OLSEN et al., 2013). Festzuhalten ist, dass, wie auch schon bei der Untersuchung auf Antikörper gegen das PRRS Virus, auch die Antigenuntersuchung durch die PIC den mit Abstand größten Probenumfang aufweist. 109 5.4 Monitoring Im Vergleich der ausgewählten Zuchtbetriebe der Topigs und PIC mit SPF und konventionellem Gesundheitsstatus ergeben sich sehr deutliche Unterschiede im Hinblick auf die Untersuchung auf das PRRS Virus. Bei den Betrieben der Topigs zeigt sich der größte Unterschied im Monitoringprogramm, da im konventionellen Betrieb im Gegensatz zum SPFBetrieb keine Proben auf Antigen oder Antikörper des PRRS Virus untersucht werden. Die Untersuchungen werden nicht durchgeführt, da im Bestand T 2 gegen das PRRS Virus geimpft wird. Das Monitoring im konventionellen Betrieb P 2 ist gegenüber dem Untersuchungsschema im SPF-Bestand P 1 deutlich eingeschränkt. Im Betrieb P 2 werden nur ein Drittel so viele Proben auf Antikörper gegen das PRRS Virus und nur ein gutes Drittel so viele Proben auf Antigen gegen das PRRS Virus getestet, wie in P 1 (siehe Kapitel 4.4.7 Tabelle 38). 5.4.8 Sarcoptes scabiei var suis Ein Untersuchungsschema zum Nachweis von Antikörpern gegen den Erreger der Schweineräude liegt für die SPF-Auswahlbetriebe von BHZP, Hypor und Topigs vor. Durch einen ELISA lassen sich Antikörper gegen S. scabiei var suis ab der sechsten Woche nach der Infektion feststellen (VAN DER HEIJDEN et al., 2000). Andere Quellen besagen, dass Antikörper bereits ab fünf Wochen nach der Infektion nachweisbar sind (BORNSTEIN und ZAKRISSON, 1993). Die Antikörper können maximal neun bis zwölf Monate im infizierten Tier persistieren (SMETS und VERCRUYSSE, 2000). Im Probenumfang sehr ähnlich sind sich die Untersuchungsschemata des BHZP mit 32 Proben pro Jahr und der Topigs mit 30 Proben pro Jahr. Der etwa 1,5-fache Probensatz hingegen wird im Auswahlbetrieb der Hypor mit 45 Proben pro Jahr untersucht. Für alle drei Betriebe wird der SARCOPTES-ELISA 2001® PIG (AFOSA GmbH, Blankenfelde-Mahlow, Deutschland) verwendet. Dieser Test erreicht eine Sensitivität von 94 % und eine Spezifität von 97 % (AFOSA Gebrauchsinformation SARCOPTES-ELISA 2001® PIG, 2015). Aufgrund der Tatsache, dass in allen drei Unternehmen derselbe labordiagnostische Test Anwendung findet, besteht neben der Probenhäufigkeit der größte Unterschied im Probenumfang. Im Vergleich wird für die Hypor sowohl der geringste Abstand zwischen zwei Probenentnahmen, als auch die höchste Anzahl an Proben pro Jahr festgestellt. Das Untersuchungsschema dieses Zuchtunternehmens bietet somit im Vergleich der untersuchten Monitoringverfahren die größte Wahrscheinlichkeit, eine Infektion nachzuweisen. 110 5. Diskussion Im Vergleich der Jungsauenaufzuchtbetriebe der PIC und Topigs ergeben sich für die ausgewählten Betriebe mit SPF und konventionellem Gesundheitsstatus keine Unterschiede im Monitoring auf Räudemilben. Bei der PIC wird weder im SPF-Bestand (P 1) noch im konventionellen Betrieb (P 2) auf S. scabiei var suis getestet. Bei der Topigs werden in beiden Beständen jeweils 30 Blutproben pro Jahr auf Antikörper gegen Räudemilben untersucht. Somit ist das Monitoring im Betrieb T 2 gleichwertig zum Monitoring im Betrieb T 1 und deutlich umfangreicher, als in den Betrieben P 1 und P 2. 5.5 Gesamtbetrachtung Abschließend betrachtet ergeben sich für die SPF-Auswahlbetriebe der fünf Zuchtunternehmen im Hinblick auf die externe und interne Biosecurity deutlich geringere Unterschiede, als für die im Monitoringverfahren berücksichtigten Erreger und deren Probenanzahlen und Probenhäufigkeiten. Für jeden untersuchten SPF-Bestand bestehen Verpflichtungen zum Einduschen, es sind Karenzzeiten von mindestens 48 Stunden einzuhalten, und alle Stallabteilungen werden im Alles-Rein-Alles-Raus Verfahren belegt. Unterschiede finden sich jedoch bei den Transportfahrzeugen, da diese nicht standardmäßig für alle Zuchtunternehmen mit einer Konditionierung der Zuluft ausgestattet sind. Im Hinblick auf die untersuchten Pathogene ist festzuhalten, dass in allen SPF-Auswahlbetrieben ein Monitoring auf M. Hyo, toxinbildende P. multocida, Salmonella spp. und Antikörper des PRRS Virus erfolgt. Differenzen ergeben sich hinsichtlich APP, B. hyodysenteriae, L. intracellularis, PRRS-Virus-Antigen und S. scabiei var suis. Eine routinemäßige labordiagnostische Untersuchung auf APP erfolgt nur nicht im Auswahlbetrieb der PIC. Die labordiagnostische Untersuchung auf B. hyodysenteriae gehört nicht ins Standardmonitoringverfahren der DanAvl. Auf L. intracellularis wird ausschließlich im Auswahlbetrieb der PIC untersucht. Eine Beprobung auf Antigen des PRRS Virus erfolgt nicht für die Auswahlbetriebe des BHZP und der DanAvl. Für die DanAvl und die PIC ist kein routinemäßiges Monitoring auf S. scabiei var suis vorgesehen. Eine Schnittmenge der Erreger für die untersuchten SPF-Bestände der Unternehmen BHZP, DanAvl, Hypor, PIC und Topigs stellen somit nur die Pathogene M. Hyo, toxinbildende P. multocida, Salmonella spp. und die Antikörperuntersuchung auf das PRRS Virus dar. 111 5.5 Gesamtbetrachtung Für die untersuchten Betriebe mit konventionellem Gesundheitsstatus ist festzuhalten, dass ein Monitoring auf B. hyodysenteriae, toxinbildende P. multicida und Salmonella spp. in beiden Beständen erfolgt. Eine routinemäßige labordiagnostische Untersuchung auf APP und Räude findet im konventionellen Betrieb der PIC nicht statt, bei der Topigs jedoch schon. Dafür werden im konventionellen Betrieb der Topigs keine Proben zur Untersuchung auf L. intracellularis und Antikörper sowie Antigen des PRRS Virus durchgeführt, die wiederum bei der PIC Standard sind. In beiden untersuchten konventionellen Beständen wird nicht auf M. Hyo untersucht, da in beiden Betrieben eine Impfung gegen Mycoplasmen durchgeführt wird. Jedoch wird ein Monitoring auf M. Hyo im Betrieb P 2 in Form von Schlachtchecks an negativ selektierten Jungsauen durchgeführt. Im Vergleich der Monitoringverfahren der ausgewählten SPF und konventionellen Betriebe ergibt sich, dass in den SPF-Beständen häufig ein intensiveres oder mindestens jedoch ein gleichwertiges Monitoring durchgeführt wird wie in den konventionellen Beständen. Die Probenanzahlen für die verschiedenen Pathogene sind in den SPF-Auswahlbeständen mindestens genauso groß, meisten jedoch größer und das Probenintervall ist mindestens genauso häufig, oft aber häufiger als in den ausgewählten konventionellen Beständen. Anhand dieser Arbeit wird deutlich, wie komplex die Entscheidung für den Einkauf von Jungsauen aus einem bestimmten Zuchtunternehmen und einem ausgewählten Jungsauenaufzuchtbetrieb für den Landwirt ist. Die praktizierenden Tierärzte werden von den Landwirten häufig um eine Beratung bezüglich des Jungsauenzukaufes gebeten. Eine allgemeingültige Empfehlung für oder gegen ein Zuchtunternehmen oder einen Aufzuchtbestand ist jedoch nicht möglich. Die Entscheidung für eine Jungsau muss immer gründlich überdacht und insbesondere individuell für einen Betrieb getroffen werden. Vor dem Entschluss für eine neue Jungsauenherkunft sollte zunächst der Gesundheitsstatus des bestehenden Tierbestandes analysiert werden. Je stärker der Gesundheitsstatus des Auslieferbetriebes von dem des aufnehmenden Betriebes abweicht, desto wichtiger wird eine gründliche und ausreichend lange Eingliederung der Jungsauen inklusive angepasstem Impfregime. Weiterhin spielt als Beispiel für die externe Biosecurity die Abschirmung des Tierbestandes gegen Umweltfaktoren eine Rolle in der Entscheidungsfindung. So wird ein Schweinebestand in Einzelhoflage einen sehr hohen Gesundheitsstatus langfristig besser halten können, als ein Betrieb mit mehreren schweinehaltenden Betriebsstätten in direkter Nachbarschaft in Hauptwindrichtung. 112 5. Diskussion Zur Abschirmung des Bestandes gehört auch der Schutz des Tierbestandes gegen Wildtiere, betriebsfremde Personen und Fahrzeuge durch eine Einfriedigung, wie ihn die Schweinehaltungshygieneverordnung für größere Schweinebestände vorschreibt. Zusätzlich sollte jeder Landwirt vor einem Wechsel der Jungsauenherkunft die interne Biosecurity seines Bestandes genauer betrachten. Dazu gehört beispielsweise der Personen- und Besucherverkehr, aber auch die Nutzung der Hygieneschleuse durch den Landwirt selber. Nur eine adäquat eingerichtete und genutzte Hygieneschleuse kann dazu dienen, den Tierbestand vor dem Einschleppen von Krankheitserregern zu schützen. Doch auch innerhalb des Bestandes ist die Hygiene entscheidend. Nicht immer lassen die baulichen Gegebenheiten einer gewachsenen Hofstelle die Trennung von Alters- und Nutzungsgruppen zu. Jedoch empfiehlt es sich, die gewohnten Tagesabläufe hinsichtlich der Reihenfolge der Arbeitsschritte zu überdenken, um Infektketten im Bestand zu unterbrechen. Nicht Bestandteil dieser Arbeit, aber trotzdem ein wichtiges Entscheidungskriterium für einen Wechsel der Jungsauenherkunft, sind die Leistungsparameter der Sauenlinie. Aber auch in Bezug auf die Leistungsdaten sollte vor dem Kauf einer Jungsau darauf geachtet werden, ob die baulichen Vorraussetzungen und die Kapazitäten der Stallungen mit einer Leistungssteigerung durch den Wechsel der Jungsauenherkunft vereinbar sind. Vor dem Wechsel zu einer anderen Jungsauenherkunft sollte daher für jeden Landwirt zunächst die genaue Analyse seines Bestandes, der betrieblichen Gegebenheiten und der eigenen Arbeitsgewohnheiten stehen. Eine Entscheidung für eine bestimmte Jungsauenherkunft ist stets individuell für einen Betrieb zu treffen und nicht pauschalisierbar. Nicht für jeden Betrieb erscheint der Zukauf von hochgesunden Jungsauen sinnvoll. Auch gilt es, stets zu prüfen, ob der Gesundheitsstatus der Zukaufstiere mit dem Gesundheitsstatus des bestehenden Tierbestandes in Einklang zu bringen ist. 113 6. Zusammenfassung 6. Zusammenfassung Julia Große Ahlert Vergleich der Monitoringverfahren in der Jungsauenaufzucht verschiedener Zuchtunternehmen am Beispiel von Betrieben mit SPF-Status und konventionellem Gesundheitsstatus Die vorliegende Arbeit erstellt einen Vergleich der Monitoringverfahren in der Jungsauenaufzucht verschiedener Zuchtunternehmen am Beispiel von Betrieben mit SPF-Status und konventionellem Gesundheitsstatus. Verglichen werden ausgewählte Jungsauenaufzuchtbetriebe der Zuchtunternehmen BHZP, DanAvl, Hypor, PIC und Topigs, die gemeinsam etwa 64,5 % Anteil am Jungsauenmarkt in Deutschland ausmachen (NIGGEMEYER, 2012; siehe Abbildung 2). Für alle fünf Unternehmen wird jeweils ein Betrieb mit einem SPF-Status und zusätzlich für die PIC und Topigs jeweils ein Betrieb mit einem konventionellen Gesundheitsstatus in den Vergleich eingeschlossen. Den jeweiligen Zuchtunternehmen stand die Wahl des zu vergleichenden Jungsauenaufzuchtbetriebes frei. In Interviews mit Vertretern der Zuchtunternehmen wurden die vorliegenden Daten anhand eines Fragebogens erhoben. Die erhobenen Daten sind jeweils nur für den untersuchten Bestand zutreffend und nicht direkt auf andere Zuchtbestände des Zuchtunternehmens mit vergleichbarem Gesundheitsstatus übertragbar. Im Bezug auf die externe und interne Biosecurity der SPF-Auswahlbetriebe ergeben sich große Übereinstimmungen im Hinblick auf die Verpflichtung zum Einduschen vor dem Betreten der Stallungen, hinsichtlich der Karenzzeiten von mindestens 48 Stunden und der Belegung der Stallungen im Alles-Rein-Alles-Raus Verfahren. Unterschiede zeigen sich bei den vorgeschriebenen Abständen zum nächsten schweinehaltenden Betrieb, die zwischen 1300 Metern für den Auswahlbetrieb der Hypor und über 8000 Metern für den Auswahlbetrieb der Topigs schwanken. Ein weiterer großer Unterschied besteht bei den Transportfahrzeugen für die verkaufsfähigen Jungsauen. Für die Topigs und DanAvl sind die LKW mit UV-Bestrahlung und HEPA-Filtern ausgestattet. Für die Fahrzeuge der Hypor ist eine Zuluftfilterung mit UV-Bestrahlung verpflichtend, diese Verpflichtung gilt aber nicht für alle Transportfahrzeuge der PIC und des BHZP. 114 6. Zusammenfassung Für die zwei ausgewählten Betriebe mit konventionellem Gesundheitsstatus ergibt sich, dass nur die Untersuchung auf B. hyodysenteriae, toxinbildende P. multocida und Salmonellen zur Standarduntersuchung gehört. Auf die Pathogene APP, L. intracellularis, Antikörper und Antigen des PRRS Virus und S. scabiei var suis wird nur in jeweils einem der beiden konventionellen Betriebe getestet. In beiden konventionellen Auswahlbeständen findet keine labordiagnostische Untersuchung auf M. Hyo durchgeführt, da in beiden Beständen gegen Mycoplasmen geimpft wird. Im Fokus der Arbeit steht die Ermittlung der zum SPF-Monitoring der fünf Zuchtunternehmen zugehörigen Erreger mit den entsprechenden Probenanzahlen und Probenhäufigkeiten. Allen fünf ausgewählten SPF-Betrieben ist eine routinemäßige labordiagnostische Untersuchung auf M. Hyo, toxinbildende P. multocida, Salmonella spp. und Antikörper gegen das PRRS Virus gemeinsam. Hingegen findet keine labordiagnostische Untersuchung bei der PIC auf APP und bei der DanAvl auf B. hyodysenteriae statt. Weiterhin werden keine Proben zur Untersuchung auf Antigen des PRRS Virus für die Betriebe von BHZP und DanAvl und ebenfalls keine Proben auf S. scabiei var suis für die Betriebe der DanAvl und PIC gezogen. Ausschließlich für den SPF-Auswahlbetrieb der PIC werden routinemäßig Kotproben zur Untersuchung auf L. intracellularis entnommen. Als Ergebnis dieser Arbeit ergibt sich abschließend, dass für die fünf ausgewählten Zuchtunternehmen und deren SPF-Betriebe die Gemeinsamkeit der untersuchten Pathogene auf vier Erreger beschränkt ist. Diese Erreger sind M. Hyo, toxinbildene P. multocida, Salmonella spp. und Antikörper gegen das PRRS Virus. Für die verbleibenden Pathogene, APP, B. hyodysenteriae, L. intracellularis, Antigen des PRRS Virus und S. scabiei var suis, werden mindestens in einem und maximal in vier der fünf Zuchtunternehmen keine routinemäßigen labordiagnostischen Untersuchungen durchgeführt. Für die ausgewählten SPF-Bestände ergeben sich für die verschiedenen Erreger jeweils unterschiedliche Probenanzahlen und Probenhäufigkeiten. Zur Untersuchung auf APP werden im Vollscreening aller Serotypen mit 180 Proben pro Jahr die meisten Tests bei der Hypor durchgeführt. Eine noch höhere Anzahl mit 240 Tests pro Jahr ergibt sich für den Auswahlbetrieb der DanAvl, jedoch wird diese große Anzahl an Proben ausschließlich auf den Serotyp 2 getestet. Das Monitoring auf B. hyodysenteriae ist mit 32 Kottupfern pro Jahr im Auswahlbetrieb des BHZP am umfangreichsten. Ein Monitoring auf L. intracellularis erfolgt routinemäßig ausschließlich für 115 6. Zusammenfassung den ausgewählten SPF-Bestand der PIC. Die meisten Proben zur Untersuchung auf M. Hyo werden ebenfalls im Auswahlbestand der PIC gezogen und belaufen sich auf 360 Proben pro Jahr. Als Besonderheit erscheint hier das Monitoringverfahren des BHZP, das zusätzlich zur Antikörperuntersuchung von 260 Blutproben im Jahr 120 Lungenproben immunhistologisch auf mycoplasmenverdächtige Veränderungen prüfen lässt. Die Beprobung zum Ausschluss toxinbildender P. multocida erfolgt in allen Beständen durch die Analyse von Nasentupfern. Die höchste Anzahl an Nasentupfern wird mit 80 Stück pro Jahr im Auswahlbestand der PIC entnommen. Mit insgesamt 120 Blutproben pro Jahr lässt die DanAvl die meisten Proben auf das Vorhandensein von Antikörpern gegen Salmonella spp. prüfen. Besonders zu erwähnen ist in Bezug auf die Salmonellen das Monitoringverfahren der PIC, die zusätzlich zur Antikörperuntersuchung von 60 Blutproben im Jahr 20 Kotproben zum direkten Erregernachweis versendet. Die meisten Blutproben zur Ermittlung sowohl von Antikörpern, als auch von Antigen des PRRS Virus werden bei der PIC gezogen. Auf ein Jahr gesehen werden bei der PIC 360 Blutproben auf Antikörper und 120 gepoolte Blutproben auf Antigen des PRRS Virus hin untersucht. Das umfangreichste Screening zum Nachweis von Antikörpern gegen S. scabiei var suis erfolgt mit 45 Blutproben pro Jahr bei der Hypor. Insgesamt ergibt sich im Vergleich der ausgewählten konventionellen Betriebe mit den SPFBeständen, dass in den SPF-Betrieben häufig ein intensiveres, mindestens jedoch ein gleichwertiges, Monitoring wie in den konventionellen Beständen durchgeführt wird. Zusammenfassend ergibt sich kein über alle Pathogene hinweg hervorstechendes Monitoringverfahren für eines der fünf ausgewählten Zuchtunternehmen und deren SPF-Auswahlbetriebe. Jedes Zuchtunternehmen legt unterschiedliche Prioritäten bei den verschiedenen Erregern und zieht je nach Fokus unterschiedlich viele Proben. So ist in Bezug auf die Probenanzahl jedes der fünf Zuchtunternehmen bei einigen der untersuchten Erreger unter den besten zu finden, während es bei anderen Erregern nicht so gut abschneidet. Eine Entscheidung für den Zukauf von Jungsauen aus einem Aufzuchtbetrieb mit konventionellem oder SPF-Gesundheitsstatus muss stets individuell für einen Betrieb getroffen werden. Nicht allein der Gesundheitsstaus des Auslieferungsbetriebes, sondern auch der des bestehenden Tiermaterials ist entscheidend für ein erfolgreiches Zusammenwirken. 116 6. Zusammenfassung Weitere Entscheidungskriterien für den Landwirt sollten die baulichen Gegebenheiten, die Umweltbedingungen und die eigenen Arbeitsgewohnheiten mit einschließen. 117 7. Summary 7. Summary Julia Große Ahlert Comparison of gilt monitoring pogrammes of different breeding companies on the example of SPF and coonventional farms This thesis compares monitoring approaches of gilts of different breeding companies. Selected gilt breeding farms of the companies BHZP, DanAvl, Hypor, PIC and Topigs, which contribute together for 64.5 % of the German gilt market (NIGGEMEYER, 2012; see Abb. 2) were compared. The comparison included one SPF-farm for each of the five companies and, in addition, one farm with a conventional health status for PIC and Topigs. All breeding companies were free to choose the gilt breeding farm to be compared. The necessary data were collected by interviewes with breeding company representatives, using standardized questionnaires. The external and internal biosecurity of the selected SPF farms showed a high congruence regarding the obligate showering before entering the stables, the waiting period of at least 48 hours and regarding managing the stables in an all-in-all-out batch management. The farms differed concerning the compulsory distance to the next pig farm, which was between 1.300 m for the selected farm of Hypor and over 8.000 m for the selected farm of Topigs. Additionally, the farms differed significantly regarding the vehicles used for the transport of marketable gilts. The trucks of Topigs and DanAvl were equipped with UV radiation and HEPA filters, the trucks of Hypor contain a compulsory filter for the inlet air including UV radiation. However, this equipment was not applied in all trucks of PIC and BHZP. Regarding the farms holding the conventional health status, investigations for B. hyodysenteriae, toxigenic P. multocida and for Salmonella spp. were conducted on a standard basis. However, the farms were neither be tested for the pathogenes APP and L. intracellularis, nor for antibodies and antigens of the PRRS virus. Only one of the two farms with the conventional health status was monitored for S. scabiei var suis, while none of these two farms was subject to laboratory diagnostics for M. Hyo, as both were vaccinating against mycoplasma. 118 7. Summary The thesis focused on identifying the pathogens associated to the SPF monitoring of the five breeding companies including the associated amounts and frequencies of samples. As a matter of routine, all five selected SPF farms applied a laboratory diagnostic investigation for M. Hyo, toxigenic P. multocida, and antibodies against the PRRS virus. However, PIC did not perform a laboratory diagnostic investigation for identifying APP, and DanAvl did not diagnose B. hyodysenteriae. BHZP and DanAvl did not investigate samples in order to identify antigens of the PRRS virus, and DanAvl and PIC did not for the identification of S. scabiei var suis. Only the PIC SPF farm analysed fecal samples on a routine basis in order to detect L. intracellularis. The final result of this thesis was that the five selected breeding companies and their associated SPF farms only have four investigated pathogens in common: M. Hyo, toxigenic P. multocida, Salmonella spp. as well as antibodies against the PRRS virus. One at minimum and four at maximum of the five breeding companies did not analyses the remaining pathogens APP, B. hyodysenteriae, L. intracellularis, antigens of the PRRS virus and S. scabiei var suis on a routine basis. The selected SPF stocks showed different amounts and frequencies of samples for the different pathogens. For identifying APP, most tests were performed at Hypor applying a full-screening approach of all serotypes with 180 samples per year. DanAvl showed an even higher number with 240 tests per year, however this amount of samples was tested only for serotype 2. Monitoring B. hyodysenteriae was most comprehensive at BHZP, as 32 fecal swabs per year were analysed. Monitoring L. intracellularis was only performed on the selected SPF farm of PIC. At this farm there was also the largest amount of samples tested for M. Hyo, adding up to 360 blood samples per year. The monitoring approach of BHZP appeared to be special in this context: this company tested 260 blood samples per year for antibodies, and additionally 120 lung samples immunhistologically for mycoplasma suspicious modifications. All farms took samples to exclude toxigenic P. multocida by analysing nose swabs. Most of these nose swabs were taken by the selected farm of PIC with 80 samples per year. DanAvl tested the highest amount of blood samples for antibodies against Salmonella spp., summing up to 120 samples per year. Regarding Salmonella, the monitoring approach of PIC is worth to be highlighted: additionally to testing 60 blood samples for antibodies per year, the selected PIC farm investigated 20 fecal samples for direct pathogen detection. PIC also showed the highest 119 7. Summary number of blood samples for the determination of antibodies as well as antigen of the PRRS virus. The selected farm tested 360 blood samples for antibodies and 120 pooled blood samples for antigens of the PRRS virus per year. Screening for determining antibodies against S. scabiei var suis was most comprehensive at Hypor with 45 blood samples per year. Overall, the selected farms holding a SPF status conducted at least an equal, but often a more intensive monitoring approach compared to those farms with a conventional health status. Summarizing, there was no outstanding monitoring approach for any of the five selected breeding companies and their selected SPF farms. Each of the companies prioritised differently regarding the pathogens in question and collected a different amount of samples according to the specific focus. Thus, regarding the amount of the samples taken, each of the five breeding companies could be found better off for one of the pathogens, and at the same time, showed a lower performance for other pathogens. A decision whether or not buying gilts from a breeding company holding the SPF or a conventional health status has to be taken for a farm individually. The health status of the exporting company as well as that one of the existing livestock determine whether or not the combination of imported gilts with the existing livestock will be successful. Additionally, the farmer has to take further decision making criteria into account, which are, for instance, structural and environmental conditions as well as the working habits of the farmer himself. 120 8. Literaturverzeichnis 8. Literaturverzeichnis ACKERMANN, M. R., DEBEY, M. C., REGISTER, K. B., LARSON, D. J., KINYON, J. M. (1994): Tonsil and turbinate colonization by toxigenic and nontoxigenic strains of Pasteurella multocida in conventionally raised swine. In: J Vet Diagn Invest 6 (3), 375-377. ADIAGENE Instruction Manual (2014): ADIAVET™ BRACHY REALTIME, Test for the Detection of Brachyspira hyodysenteriae and Brachyspira pilosicoli by real-time enzymatic gene amplification (PCR Test). ADIAGENE, Paris, Frankreich. ALBINA, E., LEFORBAN, Y., BARON, T., PLANA DURAN, J., VANNIER, P. (1992): An enzyme linked immunosorbent assay (ELISA) for the detection of antibodies to the porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus. In: Ann Rec Vét 23 (2), 167-176. ALEXANDER, T. 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Wenn ja, welche? c) Wie viele SPF-Betriebe gab/gibt es im Unternehmen (absolut/prozentual)? i) im Jahr 1990 ii) im Jahr 2000 iii) im Jahr 2010 iv) im Jahr 2014 d) Wie viele konventionelle Betriebe gab/gibt es im Unternehmen (absolut/prozentual)? i) im Jahr 1990 ii) im Jahr 2000 iii) im Jahr 2010 iv) im Jahr 2014 e) Wie gestaltet sich die regionale Verteilung der SPF-Betriebe in Deutschland? f) Wann erfolgt eine Abstufung eines SPF-Betriebes zu einem konventionellen Status (Erregereinbruch)? 2) Krankheitserreger a) Auf welche Erreger wird getestet i) in SPF-Betrieben? ii) in konventionellen Betrieben? b) Worin liegen die Unterschiede hinsichtlich der Probenhäufigkeit und Probenanzahl in Betrieben mit unterschiedlichem SPF Status? c) Was sind die Unterschiede in den Testverfahren zwischen SPF-Betrieben und solchen mit konventionellem Gesundheitsstatus? 139 9. Anhang 3) Zielsetzung a) Soll der Anteil der SPF-Betriebe ausgebaut werden? Wenn ja i) in welchem Zeitraum? ii) wie groß soll der Anteil werden? iii) durch Neuaufbau oder durch Sanierung bestehender Betriebe? Fragebogen zum (Auswahl-)Betrieb (Ausgewertet werden sollen ein SPF Jungsauenvermehrungsbetrieb und ein konventioneller Jungsauenvermehrungsbetrieb) 1) Allgemein a) Zu welchem Zuchtunternehmen gehören die Tiere? b) Wie ist die Bestandsgröße hinsichtlich i) Sauen (Produktive/Gesamt)? ii) Ferkel? c) SPF-Status des Betriebs i) Welchen SPF-Status weist der Betrieb auf? ii) Wie wird dieser definiert? iii) Seit wann hat der Betrieb diesen Status? iv) Gab es Unterbrechungen hinsichtlich des Status? v) Wurde der Status durch einen Neuaufbau erreicht? vi) Wurde der Status durch eine Sanierung erreicht? d) Wie ist die geographische Lage des Betriebs? e) In welchem Landkreis befindet er sich? f) Wie groß ist der Abstand zum nächsten schweinehaltenden Betrieb, und in welcher Windrichtung liegt dieser? g) Liegt der Betrieb an großen Verkehrsachsen? 140 9. Anhang 2) Externe Biosecurity a) Wie gestaltet sich der Lageplan des Betriebs? b) Wie wird der Tierzukauf gehandhabt? c) Wie ist der Samenbezug? i) Welche Eberstation wird gewählt? ii) Ist die Eberstation zertifiziert? d) Wie sieht die Einfriedigung des Betriebs aus (160 cm hoch, frischlingsicher)? e) Kadaverlagerung: i) Wie wird sie gehandhabt? ii) Wo befindet sich der Lagerort? iii) Wo befindet sich der Abholort? f) Hygieneschleuse: i) Ist der Zutritt zum Stall nur über die Schleuse möglich? ii) Werden Gegenstände, die in den Betrieb mitgebracht werden, einer UVBestrahlung unterzogen? g) Gestaltung des Personenverkehrs: i) Mitarbeiter (1) Wie viele Mitarbeiter hat der Betrieb? (2) Wie viele davon sind Festangestellte/Aushilfen? (3) Müssen sie sich einduschen? (4) Haben Mitarbeiter Kontakt zu weiteren schweinehaltenden Betrieben? ii) Besucher (1) Welche Bedingungen müssen betriebsfremde Personen bei Betreten der Stallungen erfüllen? h) Ist der Zutritt zum Stall nur durch die Hygieneschleuse möglich? i) Besteht eine Verpflichtung zum Einduschen? ii) Wird der Zutritt nur gewährt, wenn die Person schweinefrei ist? (1) Wie lange muss die Person schweinefrei sein? i) Ist eine Verladerampe vorhanden? i) Ist diese abgegittert? ii) Ist diese rücklaufgesichert? 141 9. Anhang iii) Wo liegt diese bezüglich der inneren Verkehrslage (externe Verladerampe)? iv) Wird ausschließlich auf SPF-Transportfahrzeuge verladen? j) Wie erfolgt der Futterbezug? i) Ist die Befüllung der Silos von außerhalb der Betriebsstelle möglich? k) Erfolgt eine Zuluftfilterung für die gesamte Zuluft? l) Wird eine Schadnagerbekämpfung durchgeführt? 3) Interne Biosecurity a) Erfolgt ein Kleider-/Stiefelwechsel zwischen Produktionsgruppen? b) Erfolgt ein Kleider-/Stiefelwechsel zwischen Altersgruppen? c) Wird eine Stiefelreinigung/Desinfektion zwischen Produktionsgruppen durchgeführt? d) Wird eine Stiefelreinigung/Desinfektion zwischen Altersgruppen durchgeführt? e) Erfolgt eine getrennte Aufstallung von Tieren verschiedener Altersgruppen? f) Werden die Gerätschaften getrennt für verschiedene Produktionsgruppen verwendet? g) Welche Vorschriften gibt es für die Arbeitshygiene? i) Werden ausschließlich saubere Arbeitsmaterialien verwendet? ii) Ist es Pflicht, Einweghandschuhe bei der Arbeit zu tragen? h) Wie erfolgt die Reinigung und Desinfektion von Abteilen? i) Wie wird sie durchgeführt? ii) Welches Desinfektionsmittel wird verwendet? i) Erfolgt eine Belegung der Abteile im Alles-Rein-Alles-Raus Verfahren? 4) Proben a) Auf welche Erreger wird getestet? b) Von welchen Erregern ist der Bestand frei? c) Gegen welche Erreger wird geimpft? d) Für welche Untersuchung werden Blutproben entnommen? i) Werden Serum- oder EDTA-Blutproben gezogen? ii) Von welchen Tieren werden Blutproben gezogen? (Sauen/Ferkel) iii) Wie viele Blutproben werden gezogen? iv) Wie häufig werden Blutproben gezogen? (Sauen/Ferkel) 142 9. Anhang v) Zur Untersuchung auf welche Erreger werden diese Blutproben genutzt? e) Für welche Untersuchung werden Kotproben/Sammelkotproben entnommen? i) Von welchen Tieren werden die Kotproben entnommen? (Sauen/Ferkel) ii) Wie viele Kotproben werden entnommen? iii) Wie häufig werden Kotproben entnommen? (Sauen/Ferkel) iv) Zur Untersuchung auf welche Erreger werden Kotproben entnommen? f) Zur Untersuchung auf welche Erreger werden Nasentupfer entnommen? i) Welcher Tupfer wird verwendet? (1) Sind die Tupfer mit oder ohne Medium? ii) Von welchen Tieren werden die Tupfer genommen? (Sauen/Ferkel) iii) Wie viele Tiere werden beprobt? iv) Wie häufig werden die Tiere beprobt? (Sauen/Ferkel) v) Zur Untersuchung auf welche Erreger werden die Tupfer entnommen? g) Zur Untersuchung auf welche Erreger werden Kottupfer entnommen? i) Welcher Tupfer wird verwendet? (1) Sind die Tupfer mit oder ohne Medium? ii) Von welchen Tieren werden die Tupfer genommen? (Sauen/Ferkel) iii) Wie viele Tiere werden beprobt? iv) Wie häufig werden die Tiere beprobt? (Sauen/Ferkel) v) Zur Untersuchung auf welche Erreger werden die Tupfer entnommen? 5) Auf welche Erreger wird untersucht? a) Actinobacillus pleuropneumoniae i) Welches Untersuchungsmaterial wird hierfür verwendet? ii) Wie groß ist die Probenanzahl? (Sauen/Ferkel) iii) Mit welcher Probenhäufigkeit wird untersucht? (Sauen/Ferkel) iv) Welches Untersuchungslabor testet die Proben? v) Welches Testverfahren wird angewendet? vi) Welche Tiere werden beprobt? (Alter, Produktionsstatus) vii) Erfolgt eine Differenzierung des Erregers? 143 9. Anhang b) Brachyspira hyodysenteriae i) Welches Untersuchungsmaterial wird hierfür verwendet? ii) Wie groß ist die Probenanzahl? (Sauen/Ferkel) iii) Mit welcher Probenhäufigkeit wird untersucht? (Sauen/Ferkel) iv) Welches Untersuchungslabor testet die Proben? v) Welches Testverfahren wird angewendet? vi) Welche Tiere werden beprobt? (Alter, Produktionsstatus) vii) Erfolgt eine Differenzierung des Erregers? c) Mycoplasma hyopneumoniae i) Welches Untersuchungsmaterial wird hierfür verwendet? ii) Wie groß ist die Probenanzahl? (Sauen/Ferkel) iii) Mit welcher Probenhäufigkeit wird untersucht? (Sauen/Ferkel) iv) Welches Untersuchungslabor testet die Proben? v) Welches Testverfahren wird angewendet? vi) Welche Tiere werden beprobt? (Alter, Produktionsstatus) vii) Erfolgt eine Differenzierung des Erregers? d) toxinbildende Pasteurella multocida i) Welches Untersuchungsmaterial wird hierfür verwendet? ii) Wie groß ist die Probenanzahl? (Sauen/Ferkel) iii) Mit welcher Probenhäufigkeit wird untersucht? (Sauen/Ferkel) iv) Welches Untersuchungslabor testet die Proben? v) Welches Testverfahren wird angewendet? vi) Welche Tiere werden beprobt? (Alter, Produktionsstatus) vii) Erfolgt eine Differenzierung des Erregers? e) PRRS Virus i) Welches Untersuchungsmaterial wird hierfür verwendet? ii) Wie groß ist die Probenanzahl? (Sauen/Ferkel) iii) Mit welcher Probenhäufigkeit wird untersucht? (Sauen/Ferkel) iv) Welches Untersuchungslabor testet die Proben? v) Welches Testverfahren wird angewendet? vi) Welche Tiere werden beprobt? (Alter, Produktionsstatus) 144 9. Anhang vii) Erfolgt eine Differenzierung des Erregers? f) Hämatopinus suis i) Welches Untersuchungsmaterial wird hierfür verwendet? ii) Wie groß ist die Probenanzahl? (Sauen/Ferkel) iii) Mit welcher Probenhäufigkeit wird untersucht? (Sauen/Ferkel) iv) Welches Untersuchungslabor testet die Proben? v) Welches Testverfahren wird angewendet? vi) Welche Tiere werden beprobt? (Alter, Produktionsstatus) vii) Erfolgt eine Differenzierung des Erregers? g) Sarcoptes scabiei var suis i) Welches Untersuchungsmaterial wird hierfür verwendet? ii) Wie groß ist die Probenanzahl? (Sauen/Ferkel) iii) Mit welcher Probenhäufigkeit wird untersucht? (Sauen/Ferkel) iv) Welches Untersuchungslabor testet die Proben? v) Welches Testverfahren wird angewendet? vi) Welche Tiere werden beprobt? (Alter, Produktionsstatus) vii) Erfolgt eine Differenzierung des Erregers? h) Weitere i) Welches Untersuchungsmaterial wird hierfür verwendet? ii) Wie groß ist die Probenanzahl? (Sauen/Ferkel) iii) Mit welcher Probenhäufigkeit wird untersucht? (Sauen/Ferkel) iv) Welches Untersuchungslabor testet die Proben? v) Welches Testverfahren wird angewendet? vi) Welche Tiere werden beprobt? (Alter, Produktionsstatus) vii) Erfolgt eine Differenzierung des Erregers? 145 146 10. Danksagung 10. Danksagung Ich bedanke mich ganz herzlich bei Frau Prof. Dr. Nicole Kemper für die tolle Unterstützung im Rahmen meiner Arbeit. Danke für die stets sehr zeitnahe Beantwortung meiner Fragen und für die Anregungen, die Sie mir während der Anfertigung dieser Arbeit gegeben haben. Ebenfalls bedanke ich mich ganz herzlich bei den Vertretern der Zuchtunternehmen, die mir bereitwillig viele meiner Fragen beantwortet haben. Besonders hervorheben möchte ich meine Interviewpartner: Dr. Kathrin Siebert (PIC), Dr. Peter Heinrichs (Hypor), Reinhard Bomkamp (Topigs), Signe Hvidt-Nielsen (DanAvl) und Stephan Bremerich (BHZP). Vielen Dank, dass Sie mir auch im Anschluss an die Interviews für Rückfragen zur Verfügung gestanden haben. Weiterhin möchte ich mich bei Dr. Christoph Große-Kock für die Hilfe bei der Themenfindung und seinem Interesse an meiner Arbeit bedanken. Zusätzlich waren deine guten Kontakte zu verschiedenen Zuchtunternehmen sehr nützlich für mich. Danke für die spontane Freistellung von meiner Tätigkeit als praktizierende Tierärztin für die Zeit der Interviews mit den Zuchtorganisationen. Auch möchte ich mich bei Dr. Marlene Schulze Bisping bedanken. Ohne dich wäre der Kontakt zur Tiho und zum ITTN wahrscheinlich nie entstanden. Danke dafür. Abschließend danke ich meinem Mann Markus, der manche meiner Launen ertragen musste. Ohne meinen Master of Disaster und seine lockeren Sprüche hätte ich deutlich weniger zu lachen in meinem Leben. 147 MONITORINGVERFAHREN IN DER JUNGSAUENAUFZUCHT VVB LAUFERSWEILER VERLAG STAUFENBERGRING 15 D-35396 GIESSEN Tel: 0641-5599888 Fax: -5599890 [email protected] www.doktorverlag.de ISBN: 978-3-8359-6412-9 9 7 8 3 8 3 5 Vergleich der Monitoringverfahren in der Jungsauenaufzucht verschiedener Zuchtunternehmen am Beispiel von Betrieben mit SPF-Status und konventionellem Gesundheitsstatus JULIA GROßE AHLERT édition scientifique VVB LAUFERSWEILER VERLAG Julia Große Ahlert 9 6 4 1 2 9 édition scientifique VVB VVB LAUFERSWEILER VERLAG
