Labordiagnostik von Parasiten
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Labordiagnostik von Parasiten Egbert Tannich Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin, Hamburg Nationales Referenzzentrum für Tropische Infektionserreger Mikroskopischer Parasitennachweis im Blut Plasmodium falciparum Trypanosoma brucei Mikroskopischer Parasitennachweis im Blut Plasmodium malariae Trypanosoma brucei Mikroskopischer Parasitennacheis im Stuhl Endolimax nana Jodamoeba bütschlii Giardia duodenalis Entamoeba hartmanni Mikroskopischer Parasitennachweis - Probleme • Personal ausreichende Erfahrung • Probenaufbereitung Anreicherung, Färbung • geringe Sensitivität intestinale Protozoen ~ 60% • geringe Spezifität fehlende morphologische Spezies-Unterschiede Parasitennachweis - Neue Methoden - Antigennachweis ELISA, Immunfluoreszenz Nukleinsäurenachweis PCR Cryptosporidium parvum Immun-Fluoreszenz-Test (IFT) Real-time PCR Entamoeba histolytica Lebenszyklus und klinische Manifestationen Zyste AmöbenLeberabszess Trophozoit Amöben-Kolitis Verlaufsformen der Amöbiasis nicht-invasive Amöbiasis (>90%) • klinisch stumm • spezifische Antikörper (~70%) invasive Amöbiasis (<10%) • Kolitis oder Organabszesse • hohe spezifische Antikörper (~95%) Asymptomatische E. histolytica-Ausscheidung - Zeitverlauf - Infizierte Personen in Prozent 100 90 80 70 Y = 100e-0.052X 60 50 40 30 20 10 0 0 12 24 36 48 60 Monate Blessmann et al., J. Clin. Microbiol. 2003 Mikroskopischer Amöbennachweis im Stuhl E. chattoni / E. polecki E. coli E. hartmanni E. histolytica / E. dispar / E. moshkovskii Stammbaum verschiedener Entamoeba-Arten Clark and Diamond, 1997 Entamoeba histolytica / Entamoeba dispar / Entamoeba moshkovskii Amöbenkolitis Histologie „Real-time PCR“ Spezifischer Nachweis von E. histolytica und E. dispar in Stuhlproben Blessmann et al., J. Clin. Microbiol. 2002 Nachweis von Entamoeba histolytica im Stuhl - Methodenvergleich 99% 100 93% 90 87% 80 Prozent 70 60 57% Sensitivität 50 41% 40 Spezifität 30 20 14% 10 Mikroskopie Antigen-ELISA PCR Amöbennachweis im Stuhl - Neue Methoden Vorteile Ergebnisse unabhängig von Mikroskopieerfahrung höhere Sensitivität (PCR) höhere Spezifität (ELISA, PCR) Nachteile Einzel-Parasitennachweis höhere Kosten häufig nicht ausreichend evaluiert Entamoeba histolytica-PCR - Indikationen - • Spezies-Differenzierung bei positiver Mikroskopie • begründeter Verdacht einer Infektion und negativer Mikroskopie • Überprüfung des Therapieerfolges Giardia duodenalis Trophozoit Zyste Nachweis von Giardia duodenalis in Stuhl - Methodenvergleich 99% 99% 100 95% 90 91% 82% 80 Prozent 70 63% 60 Sensitivität 50 Spezifität 40 30 20 10 Mikroskopie ImmunFluoreszenz-Test PCR Leishmaniose der Haut Leishmania major Viscerale Leishmaniose - Kala Azar - Leishmania donovani Milz-Aspirat Nachweis von Leishmanien - Methodenvergleich - 100 90 93% 96% 99% 84% 80 Prozent 70 60 Sensitivität 50 Spezifität 40 30 20 10 Mikroskopie Knochenmark PCR Blut Malaria Plasmodium falciparum Nachweis von Plasmodien im Blut - Methodenvergleich - 100 95% 93% 90 94% 97% 99% 90% 80 Prozent 70 60 Sensitivität 50 Spezifität 40 30 20 10 Mikroskopie Antigen-Test PCR Zeitverlauf der Malaria - Nichtimmuner Patient 1014 Zahl der Parasiten 1012 1010 Parasitämie Tod > 30% Schwere Symptomatik > 1% > 0.001% Symptomatik 108 Nachweisgrenze Nachweisgrenze der Mikroskopie der PCR 106 104 102 0 0 5 10 Tage nach Infektion 15 20 Molekulare Diagnostik von Parasiten - Indikationen • in Fällen in denen eine erhöhte Sensitivität und Spezifität erforderlich ist (z.B. intestinale Parasiten) • in Einzelfällen zur Speziesdifferenzierung (z.B. Entamoeba, Plasmodia) • zur Vermeidung invasiver Diagnostik (z.B. visceral Leishmaniose) • zur Überprüfung des Therapieerfolgs Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin www.bni-hamburg.de Elleringmann, 2002
