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Z ENTRUM FÜR H UMANGENETIK UND L ABORATORIUMSDIAGNOSTIK (MVZ)
Dr. Klein, Dr. Rost und Kollegen
L EISTUNGSVERZEICHNIS
5. Auflage
Herausgegeben von
Hanns-Georg Klein und Imma Rost
Martinsried im Januar 2014
www.medizinische-genetik.de
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Inhaltsverzeichnis
Einleitung/Vorwort
Genetische Beratung
5
9
Qualitätsmanagement
15
Kurdt (elektronische Befundübermittlung)
31
Probennahme
Abrechnung
Methoden
Neue Technologien
- NGS
- Array-Verfahren
- Polkörperdiagnostik/Präimplantationsdiagnostik
- Nicht-Invasiver Pränataltest (NIPT)
Bioinformatik
Molekulargenetik/Neurogenetik/Stoffwechselgenetik
- Parameter
19
33
37
65
85
86
87
89
93
99
Pharmakogenetik
- Parameter
261
263
Abstammungsanalysen
293
Nutrigenetik
- Parameter
Zytogenetik
- Parameter
Reproduktionsgenetik
- Parameter
Molekulare Onkologie
- Parameter
Pathologie
- Parameter
287
287
295
297
317
319
331
334
355
355
Immungenetik
- Parameter
363
367
Molekulare Mikrobiologie/Virologie
399
Immunbiologie/Klinische Chemie
Glossar
381
401
Erkrankungen/Syndrome
407
Index
415
Genliste
410
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Einleitung / Vorwort / Fachbegriffe
Facharztbereiche / Wissenschaftliche Fachabteilungen
Genetische Beratung
Qualitätsmanagement / Probennahme / KURDT / Abrechnung
Methodenteil - Neue Technologien (NGS/Array-CGH/PID-PKD/NIPT) - Bioinformatik
- Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Wissenschaftliche Fachabteilungen
- Pharmakogenetik
- Nutrigenetik
- Abstammungsanalyse
- Zytogenetik
- Reproduktionsgenetik
- Molekulare Onkologie / Pathologie
- Immungenetik
- Immunbiologie / Klinische Chemie
- Molekulare Mikrobiologie / Virologie
Glossar
Genliste / Index
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Leistungsverzeichnis 5. Auflage
© 2014. Alle Rechte vorbehalten
Zentrum für Humangenetik und Laboratoriumsdiagnostik (MVZ)
Dr. Klein, Dr. Rost und Kollegen
Leistungsverzeichnis und Leitfaden für die Praxis
Herausgegeben von Dr. med. Hanns-Georg Klein und Dr. med. Imma Rost
Redaktion: Dr. med. Hanns-Georg Klein
Grafische Gestaltung: Rüdiger Schmautz (Herrsching)
Verlag: Dr. Klein, München
Dieses Werk ist urheberrechtlich geschützt.
Alle Rechte, auch die der Übersetzung, des Nachdrucks und der Vervielfältigung des Buches oder Teilen
daraus, vorbehalten. Kein Teil des Werkes darf ohne schriftliche Genehmigung des Verlages in irgendeiner
Form (Fotokopie, Mikrofilm, Datenträger oder anderen Verfahren) reproduziert oder unter Verwendung
elektronischer Systeme verarbeitet, vervielfältigt oder verbreitet werden.
Wichtiger Hinweis:
Wissenschaft unterliegt einem ständigen Fluss. Für die Richtigkeit des Inhalts der einzelnen Kapitel kann
keine Garantie übernommen werden. Soweit möglich, wurden die wichtigsten Quellen für die wissenschaftlichen Laborinformationen angegeben. Der Kenntnisstand entspricht dem Zeitpunkt der Drucklegung im
Januar 2014.
ISBN: 3-00-006683-7
4
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Leistungsverzeichnis 5. Auflage
Vorwort zur 5. Auflage
Service, Qualität und Innovation sind uns wichtig!
Die letzte Auflage unseres Leistungsverzeichnisses liegt inzwischen 6 Jahre zurück und einmal mehr war es
ein enormer Kraftakt, die nun vorliegende, komplett überarbeitete fünfte Auflage unter Berücksichtigung
unseres erweiterten Angebots, der vielen, zum Teil bahnbrechenden technischen Innovationen und des
sich weiter beschleunigenden Tempos der Wissenschaft in der „Post-Genom-Ära“ abzuschließen. Als neuen
Facharztbereich konnten wir in diesem Jahr die Molekularpathologie mit in unser Angebot aufnehmen.
Hinzu kamen zahlreiche Neuerungen seitens des Gesetzgebers (Gendiagnostikgesetz, Ergänzung des Embryonenschutzgesetzes zur Präimplantationsdiagnostik, Änderung zum Schwangerschaftskonfliktgesetz,
überarbeitetes Datenschutzgesetz) sowie der Kassenärztlichen Vereinigungen (Kapitel 11.4 für die humangenetische Diagnostik, Einführung von Indikationskriterien für die humangenetische Diagnostik, neue
Pflichtangaben bei Anforderung von humangenetischen Leistungen etc.). Nicht zuletzt aus diesem Grund
wurde die Drucklegung des Leitungsverzeichnisses immer wieder verschoben.
Wir müssen uns allerdings auch weiterhin auf zunehmende Regulierung im Bereich der molekulargenetischen Diagnostik einstellen, die alle Facharztbereiche der in vitro-Diagnostik betrifft. So wurde vor Kurzem
der Einsatz neuer Methoden wie Next Generation Sequencing in der vertragsärztlichen Versorgung stark
eingeschränkt. Die Fachgesellschaften und Berufsverbände bemühen sich derzeit um eine Korrektur dieser
Rückwärtsentwicklung, wodurch Deutschland im internationalen Vergleich weiter zurückfallen würde.
Zukunftsweisend ist aus unserer Sicht die auf Basis der Molekularen Diagnostik zunehmende Überschneidung
und Vernetzung aller diagnostisch tätigen Facharztgruppen. Gerade vor dem Hintergrund der gewaltigen
Zunahme an genetischer Information und deren Einsatz in der Patientenversorgung wird es immer wichtiger,
neben der klinischen Information auch die biochemische, immunologische, morphologische und bildgebende Diagnostik in die Befundinterpretation mit einzubeziehen.
Auch die klinisch-genetische Sprechstunde, humangenetische Beratung und telefonische Fachberatung
haben an Bedeutung zugenommen, um bereits im Vorfeld die richtige diagnostische Strategie zu wählen.
Zu den Schwerpunkten der Sprechstunden in unserem Haus zählen Pädiatrische Genetik (Entwicklungsstörungen, Syndrome), kardiologische und Bindegewebserkrankungen, familiäre Nierenerkrankungen und
Stoffwechselstörungen, Fertilitätsstörungen und Immunisierungsbehandlungen bei Paaren mit unerfülltem
Kinderwunsch, Pränataldiagnostik (auch NIPT) und Polkörperdiagnostik (PKD). Gerne stehen wir Ihnen und
Ihren Patienten mit Rat und Tat zur Seite.
Seit mehr als 15 Jahren stehen wir Ihnen und den Patienten mit unserem Ärztlichen Angebot zur Verfügung.
Wie immer freuen wir uns auch auf Ihre Anregungen und Ihre Kritik, damit wir weiterhin die Chance haben,
unser Angebot zu verbessern. Bitte nutzen Sie auch unsere Homepage www.medizinische-genetik.de, auf
der wir Ihnen laufend aktualisierte Informationen zu neuen Parametern, gesetzlichen Regelungen und
Abrechnungsbestimmungen zur Verfügung stellen. Dieses Angebot wird durch gedruckte Fachinformationen, Faltblätter, indikationsbezogene Anforderungsformulare und Fortbildungsveranstaltungen (Statusseminare, Schwerpunkt-Symposien) ergänzt. All dies finden Sie auch in elektronischer Form auf unserer
Internet-Homepage.
Martinsried im Januar 2014
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Dr. med. Imma Rost
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Leistungsverzeichnis 5. Auflage
Zentrum für Humangenetik und Laboratoriumsdiagnostik (MVZ)
Dr. Klein. Dr. Rost und Kollegen
MVZ Martinsried
Lochhamer Str. 29
82152 Martinsried
DEUTSCHLAND
Tel: +49.89.895578-0
Fax: +49.89.895578-780
E-Mail:
[email protected]
Internet: www.medizinische-genetik.de
Abkürzungen
E
F
G
IGeL
in Etablierung (längere Bearbeitungszeiten möglich)
Fremduntersuchung
nicht akkreditierte Parameter
individuelle Gesundheitsleistung
Unser Leistungsverzeichnis enthält auch einige Fremduntersuchungen, die mit „F“ gekennzeichnet sind.
Die Notwendigkeit, auch Parameter aufzunehmen, die wir derzeit nicht selbst bearbeiten, sondern in
Zusammenarbeit mit unseren Kooperationspartnern durchführen, ergibt sich aus deren Relevanz für die
Klinische Genetik und die Beratungspraxis. Es ist unser erklärtes Ziel, Ihnen ein möglichst vollständiges
Kompendium für die genetische Diagnostik und deren ergänzende Laboranalytik anzubieten, das neben
unseren Schwerpunkten die wichtigsten genetisch determinierten Erkrankungen enthält.
Ein weiterer Aspekt ist die Kennzeichnung von nicht akkreditierten Parametern. Wir legen in unserem Haus
größten Wert auf Qualität und unterziehen uns daher jährlichen Audits durch die Inspektoren der DAkkS
und der EFI. Im Rahmen dieser Audits werden in der Regel neu eingeführte Parameter nachakkreditiert,
so dass eine Kennzeichnung in der Druckversion nicht sinnvoll erschien. Die Kennzeichnung „G“ finden Sie
jedoch bei den entsprechenden Parametern auf unserer Internet-Homepage sowie unseren Anforderungsformularen.
Bislang gab es im Bereich der genetischen Diagnostik kaum die Notwendigkeit IGeL anzubieten. Vor dem
Hintergrund des wachsenden Bedarfs - auch bei fehlender Ärztlicher Indikation - genetische Risikofaktoren
analysieren zu lassen (z.B. Thrombose-Marker bei fehlender Klinik bzw. unauffälliger Familienanamnese),
bieten wir im begrenzten Umfang auch genetische Untersuchungen für Selbstzahler an.
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Facharztbereiche / Fachabteilungen
MVZ Ärztliche Leitung
MVZ Kaufmännische Leitung
Facharztbereiche
Fachabteilungen
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Dr. med. Imma Rost
Humangenetik
Dr. med. Imma Rost (Ltg)*
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Dr. med. Babett Heye
Dr. med. Julia Höfele*
Dr. med. Dagmar Wahl*
* auch Fachärztinnen für Kinderheilkunde
Laboratoriumsmedizin
Dr. med. Hanns-Georg Klein (Ltg)**
** Zusatzbezeichnung Medizinische Genetik
Transfusionsmedizin
Dr. med. Kaimo Hirv (Ltg)***
***EFI-Direktor
Pathologie
Prof. Dr. med. Barbara Dockhorn-Dworniczak (Ltg)****
Prof. Dr. med. Christopher Poremba
Dr. med. Claus Hirte
**** Zusatzbezeichnung Molekularpathologie
Mikrobiologie/Virologie
Dr. med. Hartmut Campe (Ltg)#
Dr. med. Hanns-Georg Klein (Ltg)**
#
nicht vertragsärztlich tätig
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Dipl.-Betriebswirtin (FH) Iris Salmon
Molekulargenetik
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Dr. rer. nat. Karin Mayer 1
Neurogenetik
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Dr. med. Imma Rost
Pharmakogenetik/Nutrigenetik
Dipl.-Biol. Birgit Busse
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Stoffwechselgenetik
Dipl.-Biol. Birgit Busse
Dr. rer. nat. Christoph Marschall 3
Zytogenetik
Dipl.-Biol. Uwe Heinrich 1
Dr. rer. nat. Annett Wagner
Reproduktionsgenetik
Dr. rer. nat. Annett Wagner
Dipl.-Biol. Uwe Heinrich 1
Molekulare Onkologie
Dipl.-Ing. FH Tanja Hinrichsen
Dipl.-Ing. FH Meike Rösemann
Immungenetik
Dr. med. Kaimo Hirv 2
Dr. rer. nat. Barbara Grumbt 2
Immunbiologie/Klinische Chemie
Dipl.-Ing. Monika Bühl-Göpfert
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Abstammungsanalysen
Dr. rer. nat. Christoph Marschall 3
Dipl.-Biol. Christina Sofeso 3
Fachhumangenetiker(in)
EFI-Direktor(in)
3 Sachverständige(r) für Abstammungsanalysen
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Facharztbereiche / Fachabteilungen
Sprechstunden
Spezial-Spechstunden
Genetische Beratung (inkl. Konsilardienste)
Schwerpunkte
- Pädiatrische Genetik
(Entwicklungsstörungen, Syndrome)
- Pränataldiagnostik (PND)
- Polkörperdiagnostik (PKD)
- Kardiologische Erkrankungen
- Bindegewebserkrankungen
- Familiäre Nierenerkrankungen
- Familiäre Stoffwechselstörungen
Fertilitätsstörungen
-
Immunisierungsbehandlung
Adressen
Zentrale - Anmeldung,
Labor und Beratungsstelle Martinsried
Zentrum für Humangenetik und Laboratoriumsdiagnostik (MVZ)
Dr. Klein, Dr. Rost und Kollegen
Lochhamer Str. 29
82152 Martinsried
Tel.: +49.89.895578-0
[email protected]
Genetische Beratung Martinsried
Immunologische Beratung Martinsried
Immunisierungsbehandlung Martinsried
Lochhamer Str. 29
82152 Martinsried
Terminvereinbarung Tel.: +49.89.895578-0
[email protected]
Genetische Beratungsstelle München-Pasing
Lortzingstr. 26
81241 München
Terminvereinbarung Tel.: +49.89.895578-0
[email protected]
Genetische Beratungsstelle Zweigstelle Kempten
im Klinikum Kempten
Robert-Weixler-Str. 50
87439 Kempten
Terminvereinbarung Tel.: +49.89.895578-0
[email protected]
In Kooperation mit:
Genetische Beratungsstelle Augsburg
Praxis für Humangenetik und Psychotherapie
Dr. med. Dagmar Wahl
Fachärztin für Humangenetik und Kinderheilkunde,
Zusatzbezeichnung Psychotherapie
Bäckergasse 5
86150 Augsburg
Terminvereinbarung Tel.: +49.821.514501
[email protected]
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Genetische Beratung
Genetische Beratung: Wesentlicher
Bestandteil der Patientenversorgung
Dr. med. Imma Rost,
Dr. med. Margret Götz-Sothmann
Genetik ist die Wissenschaft, die sich mit der Strukturund Funktionsanalyse von Genen und den Gesetzmäßigkeiten der Vererbung befasst. Durch neue
Erkenntnisse und Untersuchungsmethoden hat sie
sich zu einem zentralen Gebiet in der Medizin entwickelt. Aufgrund der Tatsache, dass nahezu alle
Krankheiten auf einer genetischen Basis, einer genetischen Disposition, beruhen und der Möglichkeit, auch
kleinste Veränderungen im menschlichen Genom zu
erkennen, hat die genetische Diagnostik eine neue
Dimension gewonnen. In gleichem Maß nimmt die
Bedeutung der genetischen Beratung in der Präventivmedizin zu. Aufgabe der genetischen Beratung ist, sich
im Rahmen eines Kommunikationsprozesses mit dem
individuellen Problem zu befassen, das durch eine
genetische Belastung entsteht. Ihr Inhalt ist, über
Diagnose, Krankheitsverlauf und mögliche Therapie zu
informieren, über die Vererblichkeit der Erkrankung
und das Wiederholungsrisiko aufzuklären und über
die Möglichkeit prä- und postnataler zytogenetischer
und molekulargenetischer Untersuchungen zu unterrichten. Unverzichtbare Basis hierfür sind Informationen des beratenden Arztes über die präzise
Diagnose, die Familienanamnese, den Stammbaum
über drei Generationen und bereits erhobene medizinische Befunde. Bei seltenen oder unklaren
Dysmorphie-Syndromen wird mit Hilfe einer ausführlichen körperlichen Untersuchung und Dokumentation versucht, die Erkrankung im Vergleich mit
Syndrom-Datenbanken einzuordnen. Ziel der immer
freiwillig in Anspruch genommenen genetischen
Beratung ist die eigenverantwortliche Entscheidungsfähigkeit des/der Ratsuchenden in Bezug auf Lebensoder Familienplanung und persönliche Krankheitsprophylaxe.
Genetisch bedingte Leiden nehmen in allen Bereichen
der Medizin einen so hohen Stellenwert ein, dass das
Wissen über die Genetik eine entscheidende
Voraussetzung für die prophylaktische und familienberaterische Tätigkeit des Arztes ist. 3% aller Kinder
kommen mit einer genetisch bedingten Krankheit,
Fehlbildung oder Behinderung zur Welt; schließt man
die spätmanifesten Krankheiten ein, so erhöht sich die
Zahl auf 7–8%. Immer dann, wenn sich Anhaltspunkte
für ein genetisch bedingtes Risiko ergeben, muss der
Betroffene über die Möglichkeit der genetischen
Beratung aufgeklärt werden. Sie ist Teil der
Krankenversorgung, die ärztlichen Kosten werden
durch die Krankenversicherung abgedeckt.
Die Genetische Beratung ist ein ergebnisoffener
Kommunikationsprozess (GenDG §10 Abs.3). Sie soll
einem Einzelnen, einem Paar oder einer Familie hel-
fen, medizinisch-genetische Fakten zu verstehen,
Entscheidungsalternativen zu bedenken und so informierte, eigenständige und tragfähige Entscheidungen
zu treffen, insbesondere im Hinblick auf die
Inanspruchnahme einer genetischen Untersuchung.
Gesetzliche Rahmenbedingungen
Das seit 1. Februar 2010 geltende GendiagnostikGesetz (GenDG) regelt die Bedingungen, unter denen
genetische Diagnostik ablaufen soll. Die GendiagnostikKommission (GEKO), die am Robert-Koch-Institut
ansässig ist, soll durch Richtlinien die Vorschriften des
GenDG präzisieren und die Umsetzung in die Praxis
gestalten. Das GenDG verlangt eine genetische
Beratung bei jeder pränatalen und prädiktiven genetischen Diagnostik vor der Untersuchung und nach
der Befundmitteilung. Jegliche genetische Diagnostik
setzt neben dem Angebot der genetischen Beratung
eine schriftliche Einwilligungserklärung des Ratsuchenden voraus. Der Aufklärung durch den verantwortlichen Arzt ("verantwortliche ärztliche Person"
gemäß GenDG) vor der Einwilligung misst das GenDG
daher hohe Bedeutung zu. Dabei muss der verantworliche Arzt keine genetische Beratung durchführen,
sondern diese ggf. empfehlen und veranlassen. Mit
der Zusatzqualifikation zur fachgebundenen genetischen Beratung können auch Fachärzte anderer
Fachrichtungen eine genetische Beratung vornehmen
(s. Richtlinie der GEKO). Befundempfänger nach einer
genetischen Laboruntersuchung ist immer und ausschließlich die verantwortliche ärztliche Person,
anders als in der genetischen Beratung, wo die schriftliche Zusammenfassung primär an den/die
Ratsuchenden geht.
Das seit 1. Januar 2010 geltende Gesetz zur Änderung
des Schwangerschaftskonfliktgesetzes hat bei pathologischen Befunden in der Pränataldiagnostik die
Verpflichtung des aufklärenden Arztes aufgenommen,
der Schwangeren eine vertiefende psychosoziale
Beratung sowie den Kontakt zu Selbsthilfegruppen
oder Behindertenverbänden anzubieten. Zwischen
der Mitteilung der Diagnose und einer Indikationsstellung zum Schwangerschaftsabbruch nach § 218b
Abs. 1 StGB muss eine Frist von drei Tagen liegen. Von
der Schwangeren muss eine schriftliche Bestätigung
über das Angebot der vertiefenden Beratung bzw. den
Verzicht darauf eingeholt werden.
Ende 2011 trat das Präimplantationsgesetz (PräimpG)
als neuer Paragraph 3a des Embryonenschutzgesetzes
in Kraft; der Rechtsverordnung (RVO) stimmte der
Bundesrat am 1. Februar 2013 zu. Sie soll innerhalb
der folgenden 12 Monate umgesetzt werden und
damit auch in Deutschland eine Präimplantationsdiagnostik (PID) bei bestimmten Indikationen zulassen. Die Indikationen sind ein erhöhtes Risiko für
Fehl- oder Totgeburten oder die Anlageträgerschaft
eines oder beider Eltern für eine schwere
Erbkrankheit. Bei der PID gilt das GenDG nicht, das
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Genetische Beratung
PräimpG sieht aber ebenfalls eine ausführliche
Beratung zu den medizinischen, psychischen und sozialen Folgen der mit der PID verbundenen
Maßnahmen vor. Dabei muss diese Beratung durch
einen Arzt oder ein Ärztin erfolgen der bzw. die die
Maßnahmen nicht selbst durchführt.
Die Schwerpunkte der genetischen Beratung sind:
1. die genetische Familienberatung
2. die individuelle genetische Beratung
Bei der genetischen Familienberatung ist die
Gesundheit zukünftiger Kinder das zentrale Thema.
Die häufigsten Fragestellungen sind:
- Erkrankung oder Fehlbildung bei den Partnern
oder nahen Verwandten;
- Geburt eines Kindes mit Krankheit, Fehlbildung
oder Entwicklungsrückstand;
- eine durch Virusinfekt, Medikamente, Strahlen,
Suchtmittel belastete Schwangerschaft;
- erhöhtes Alter der Mutter;
- mehrere Fehl- oder Totgeburten;
- Fertilitätsstörungen, unerfüllter Kinderwunsch;
- Blutsverwandtschaft der Partner.
Bei der individuellen genetischen Beratung geht es um
eine Erkrankung oder ein Erkrankungsrisiko des/der
Ratsuchenden selbst. Voraussetzung für ein sinnvolles
therapeutisches Vorgehen ist auch hier die Kenntnis
der Diagnose. Die häufigsten Problemstellungen sind:
- Chromosomenaberrationen;
- Leiden, die auf der Mutation eines Gens beruhen
(siehe Molekulargenetik, monogene
Erkrankungen) und verschiedene Erbgänge
aufweisen (autosomal-dominant, rezessiv,
geschlechtsgebunden);
- Multifaktoriell bedingte Erkrankungen, deren
Ursache in einem Zusammenspiel von Genen und
Umwelt liegt, z.B. Atherosklerose, Bluthochdruck,
Osteoporose, Thrombophilie, Diabetes,
Tumorerkrankungen, angeborene Fehlbildungen.
Jegliche genetische Diagnostik setzt die informierte
Zustimmung (Informed Consent) voraus. Daher sollte
immer eine genetische Beratung vorausgehen, die
dem Ratsuchenden hilft, unbeeinflusst eine individuelle Entscheidung finden zu können.
Nach wie vor problematisch ist im Fall der pränatalen
und der prädiktiven Diagnostik der Umgang mit
pathologischen Befunden. Die Möglichkeit eines
Schwangerschaftsabbruchs oder das Wissen um eine
bedrohliche Erkrankung, die nach Jahren oder
Jahrzehnten auftreten wird, führt immer in ethische
Grenzbereiche. Wie soll mit diesem Wissen, dem
Recht auf Nicht-Wissen umgegangen werden? Dies
sind Fragen, die ein wesentlicher Teil der genetischen
Beratung sind. Problemlösungen ergeben sich entsprechend der persönlichen Situation, der Welt-
10
anschauung, der religiösen und ethischen Vorstellungen
der Betroffenen; sie dienen ausschließlich ihrem
Interesse und dem ihrer Familien. Genetische
Beratung ist also immer individuell.
Indikationen für eine pränatale Diagnostik:
- auffälliger Ultraschall mit V.a. eine
Chromosomenstörung;
- erhöhtes Alter der Mutter (das Risiko für eine
Chromosomenstörung steigt von 1% im Alter von
35 Jahren auf 10% im Alter von 46 Jahren);
- vorangegangenes Kind mit Chromosomenstörung;
- balancierte Chromosomenaberration bei einem
Elternteil (Häufigkeit 1:500; Risiko für
unbalancierte Aberrationen bei Kindern);
- monogen bedingte Leiden, die molekulargenetisch diagnostiziert werden können;
- schwere, multifaktoriell bedingte Fehlbildungen
(Wiederholungsrisiko etwa 5%).
Indikationen für eine Chromosomenanalyse:
- körperliche und/oder geistige
Entwicklungsverzögerung;
- Fehlbildungen und/oder Dysmorphiezeichen;
- vorangegangene Fehlgeburten ohne
gynäkologische Ursache.
Indikationen für eine postnatale Array-CGH:
- isolierte Entwicklungsstörung (IQ<70 bei über
Dreijährigen) und normale
Chromosomenanalyse;
- multiple Dysmorphiezeichen mit normaler
Chromosomenanalyse;
- multiple Fehlbildungen;
- Fehlbildungen oder schwere Funktionsstörungen
des Gehirns;
- Autismus.
Im Rahmen der pränatalen Diagnostik kann eine
Array-CGH zur Abklärung neu erstandener chromosomaler Strukturaberrationen oder bei auffälligem
Ultraschall und unauffälliger Chromosomenanalyse
indiziert sein. Sie ist derzeit keine Leistung der gesetzlichen Krankenkassen. Vor einer pränatalen ArrayCGH sollte eine ausführliche Aufklärung über
Möglichkeiten, Grenzen und Besonderheiten dieser
Diagnostik erfolgen, insbesondere die Möglichkeit von
Befunden, deren klinische Relevanz derzeit nicht eindeutig beurteilt werden kann.
Indikationen zur molekulargenetischen Diagnostik:
- Bestätigung einer klinischen Verdachtsdiagnose;
Klärung der Überträgereigenschaft bei
monogenen Erkrankungen;
- Klärung der Pathogenese einer Erkrankung vor
prophylaktischen oder therapeutischen
Maßnahmen.
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Genetische Beratung
Bei klinisch und genetisch heterogenen Erkrankungen
werden bereits Hochdurchsatzmethoden (Next
Generation Sequencing) zur gleichzeitigen Untersuchung mehrerer oder vieler Gene eingesetzt. Dabei
können Informationen anfallen, nach denen nicht
gefragt wurde. Wie mit solchen Zusatzinformationen
umgegangen werden soll, muss im Einzelfall mit der
ratsuchenden Person geklärt werden und wird
zukünftig wichtiger Bestandteil der genetischen
Beratung im Vorfeld einer solchen Diagnostik sein
(s.auch Stellungnahme der GfH vom 22.05.2013 unter
www.gfhev.de).
Das Next Generation Sequencing (NGS) ermöglicht
auch, aus geringen Mengen zellfreier fetaler DNA
(cffDNA), die während der Schwangerschaft im mütterlichen Blut nachweisbar ist, nicht-invasiv chromosomale Aberrationen festzustellen (Nicht-Invasive
Pränatale Diagnostik/Testung: NIPD/T). Zukünftig
wird es auch möglich sein, monogene Erkrankungen,
für die die Eltern Anlageträger sind, auf diese Weise
und somit frühzeitig und ohne Eingriffsrisiko wie bei
einer Chorionzottenbiopsie oder Amniozentese, zu
untersuchen. Die derzeit verwendeten NIPT-Tests
weisen entweder nur eine Trisomie 21 oder aber die
häufigsten Aneuploidien nach. Als Resultat ergibt sich
eine Risikobeurteilung; derzeit wird daher zur
Bestätigung eines pathologischen Befundes zu einer
invasiven Diagnostik geraten. Sensitivität und
Spezifität aller derzeitigen Tests sind besser als beim
Ersttrimester-Screening, so dass denkbar ist, dass
NIPT in Zukunft zumindest die biochemische
Diagnostik beim Ersttrimester-Screening ersetzen
könnte. Die derzeitigen Tests sind an Risikokollektiven
validiert worden; die Werte sind daher noch nicht auf
Schwangere mit niedrigem Risiko für chromosomale
Aneuploidien (z.B. jüngere Frauen, unauffälliges
Ersttrimester-Screening) übertragbar. Da es sich um
eine prädiktive Diagnostik handelt, die statistisch ausgewertet wird und zu einer Risikobeurteilung führt, ist
eine sorgfältige Aufklärung und Beratung über die
Aussagekraft eines Resultats unabdingbar.
Eine weitgehend vollständige Liste der genetischen
Beratungsstellen in Deutschland, Österreich und der
Schweiz finden Sie auf der Homepage der Deutschen
Gesellschaft für Humangenetik (GfH) unter
www.gfhev.de. Gerne sind wir bei der Auswahl einer
Beratungsstelle behilflich. Weitere Information erhalten Sie unter unserer kostenfreien Rufnummer 0800GENETIK (0800-4363845).
Beispiel für einen Familienstammbaum, ausgehend vom
ratsuchenden Indexpatienten (Pfeil) mit autosomal-dominantem Erbgang eines Merkmals bzw. einer Erkrankung.
Das Merkmal wird bereits ausgeprägt, wenn die genetische Variante nur ein Allel betrifft (Heterozygotie).
Nachkommen haben eine 50%-ige Wahrscheinlichkeit,
das betroffene Allel zu erben und ebenfalls den Phänotyp
auszubilden. Beispiele für autosomal-dominant vererbte
Erkrankungen: Osteogenesis imperfecta, MarfanSyndrom, Long-QT-Syndrom (Romano-Ward-Form),
Ehlers-Danlos-Syndrom.
Häufige Erbgänge und Risikoberechnung in
der Genetischen Beratung
Dr. med. Imma Rost
Autosomal-dominanter Erbgang
(z. B. Marfan-Syndrom, Osteogenesis imperfecta,
familiäre Hypercholesterinämie)
Bei autosomal-dominant vererbten Erkrankungen
liegt das betroffene Gen auf einem Autosom (nicht
dem X- oder Y-Chromosom), d.h. die Erkrankung tritt
in beiden Geschlechtern auf. Die Mutation wirkt
dominant, d.h. das unveränderte Gen reicht nicht aus,
um die Wirkung des mutierten zu kompensieren.
Heterozygote, also Träger eines mutierten Allels, werden daher Symptome der Erkrankung zeigen. Das
mutierte Allel wird an die Hälfte der Nachkommen
weitervererbt, somit liegt das Wiederholungsrisiko
bei 50%. Der Grad der Merkmalsausprägung kann
auch innerhalb einer Familie unterschiedlich sein;
man spricht dann von einer variablen Expressivität.
Bei einigen dominant vererbten Erkrankungen liegen
Symptome nicht bei allen Mutationsträgern vor; in
diesem Fall liegt eine unvollständige Penetranz vor.
Die Ursachen einer unvollständigen Penetranz können
einerseits modifizierende Gene, andererseits exogene
Faktoren sein; sie sind aber größtenteils nicht
bekannt. Homozygotie beim autosomal-dominanten
Erbgang ist selten. Es gibt Beispiele für eine deutlich
schwerere Ausprägung bei Homozygotie, die bereits
intrauterin letal wirken kann (z.B. Osteogenesis
imperfecta) und für eine gleich schwere Ausprägung
wie z.B. Chorea Huntington. Auch die Art der
Mutationswirkung (z.B. Haploinsuffizienz, „Gain of
Function“ oder ein dominant-negativer Effekt) beeinflussen den Phänotyp. Die Charakteristika einer auto-
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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genetische-beratung_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:20 Seite 12
Genetische Beratung
somal-dominanten Vererbung lassen sich wie folgt
zusammenfassen:
- Träger des mutierten Allels geben es an die Hälfte
ihrer Nachkommen weiter;
- beide Geschlechter können von der Erkrankung in
gleicher Weise betroffen sein;
- bei Nachkommen gesunder Familienmitglieder
tritt die Erkrankung nicht auf (Ausnahme:
unvollständige Penetranz, Keimzellmosaik oder
spontane Neumutation).
Familienstammbaum
mit
autosomal-dominanter
Vererbung von Marfan-Syndrom. Die Wahrscheinlichkeit
für das ungeborene Kind, ein mutantes Allel und damit
den Phänotyp zu erben, beträgt 50 %.
Ein anschauliches Verfahren, um den Vererbungsmodus von Erkrankungen mit Mendelscher Vererbung
darzustellen, ist das Punnett-Quadrat, bei dem die
Kombinationsmöglichkeiten der elterlichen Keimzellen
zusammengestellt werden.
Maternale Keimzellen
Paternale
Keimzellen
A
A
A
AA
AA
Gesund
a
Aa
Aa
Betroffen
Punnett-Quadrat zur Ermittlung des Anteils Betroffener
und nicht Betroffener bei autosomal-dominanten
Erkrankungen. A = “normales” Allel, a = “mutantes” Allel.
Es gibt post-meiotisch 4 Kombinationsmöglichkeiten für
die Keimbahnallele, 2 der 4 möglichen Kombinationen
führen zur Ausbildung des Phänotyps.
Für die Genetische Beratung spielt zum einen die
Berücksichtigung der variablen Expressivität bei autosomal-dominanten Erkrankungen eine Rolle, zum
anderen die unvollständige Penetranz. Für die
Risikoberechnung bei unvollständiger Penetranz
kann das Bayes’sche Theorem Anwendung finden.
12
Damit können Informationen über Wahrscheinlichkeiten kombiniert und zu einem Wert (a posterioriWahrscheinlichkeit) zusammengefasst werden.
Wie die altersabhängige Penetranz, z.B. bei der
Chorea Huntington, die Erkrankungswahrscheinlichkeit
mit Hilfe des Bayes’schen Theorems modifizieren
kann, soll am folgenden Beispiel verdeutlicht werden:
Eine 45-jährige, klinisch gesunde Frau fragt nach
ihrem Risiko, an Chorea Huntington zu erkranken, da
ihre Mutter an dieser Krankheit verstorben ist. Eine
direkte molekulargenetische Diagnostik möchte sie
zunächst nicht durchführen lassen. Da die Mutter
erkrankt war, muss diese eine Mutation im
Huntingtin-Gen getragen und diese mit einer
Wahrscheinlichkeit von ½ an ihre Tochter vererbt
haben. Die a priori- Wahrscheinlichkeit, Mutationsträgerin zu sein und somit zu erkranken, beträgt also
½ oder 50%. Die Chorea Huntington wird meist zwischen dem 35. und 45. Lebensjahr manifest. Im Alter
von 45 Jahren sind bereits 43% der Mutationsträger
erkrankt. Die konditionelle Wahrscheinlichkeit, mit 45
Jahren noch gesund zu sein, liegt also bei 57%. Die
kombinierte Wahrscheinlichkeit ergibt sich aus dem
Produkt der a priori- und der konditionellen Wahrscheinlichkeit, die a posteriori-Wahrscheinlichkeit aus
der Division der kombinierten Wahrscheinlichkeit
durch die Summe der kombinierten Wahrscheinlichkeiten. Im vorliegenden Beispiel reduziert die
Tatsache, dass die Ratsuchende mit 45 Jahren noch
gesund ist, die Erkrankungswahrscheinlichkeit von a
priori 50% auf a posteriori 36%.
Wahrschein Erkran- Wahrschein
-lichkeit
kung lichkeit
a priori
a
kombiniert
ac
konditionell
c
1/2
57/100
57/200
keine Er- Wahrscheinkrankung lichkeit
b
1/2
bd
1/2
d
a posteriori ______
ac
57/200
bd
_________
______
ac + bd 57/200+1/2 ac + bd
= 57/157 =
36%
1
1/2
_________
57/200+1/2
Anwendung des Bayes’schen Theorems für die
Berechnung der Erkrankungswahrscheinlichkeit bei
Chorea Huntington.
Geschlechtsabhängige Penetranz kann man z.B. beim
familiären Mammakarzinom beobachten, das durch
Mutationen im BRCA1- oder BRCA2-Gen verursacht
sein kann. Bei männlichen Mutationsträgern ist die
Penetranz deutlich niedriger als bei weiblichen.
Der Vererbungsmodus von familiären Tumorsyndromen
(z.B. familiäres Mammakarzinom, Kolonkarzinom, LiFraumeni-Syndrom, Retinoblastom) wird als autosomal-dominant bezeichnet, obwohl ein mutantes Allel
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genetische-beratung_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:20 Seite 13
Genetische Beratung
die Krankheit noch nicht auslösen kann. Erst der zufällige Verlust des zweiten, noch intakten Allels (Loss of
Heterozygosity, LOH) führt zur Tumorentstehung
(sog. Zwei-Treffer-Modell von Knudson). Bei den
meisten Genen, die an der Entstehung von familiären
Tumorsyndromen beteiligt sind, handelt es sich um
Tumorsuppressor-Gene (z.B. P16, P53, APC, RB) oder
um Gene, die an DNA-Reparaturvorgängen beteiligt
sind (z.B. BRCA1, MLH1, MSH2). In beiden Fällen führt
der Funktionsausfall zur Tumorentstehung. In nur
wenigen Fällen ist die Aktivierung von Protoonkogenen ursächlich für familiäre Tumorsyndrome (z.B.
RET). Protoonkogen-Aktivierung (“Gain of Function”)
stellt hingegen den häufigsten Mechanismus bei der
Entstehung sporadischer Tumore dar (z.B. HER2/neuTyrosinkinase-Aktivierung bei sporadischem Mammakarzinom).
Autosomal-rezessiver Erbgang
Rezessiv bedeutet, daß sich ein Phänotyp nur dann
ausprägt, wenn beide Allele des verursachenden Gens
mutiert sind. Heterozygote Anlageträger sind gesund,
homozygote erkrankt. Von Compound-Heterozygotie
spricht man, wenn auf beiden Allelen zwei unterschiedliche Mutationen vorliegen. Gesunde Eltern
eines Kindes mit einer autosomal-rezessiv vererbten
Erkrankung sind Anlageträger, weshalb in jeder weiteren Schwangerschaft ein Wiederholungsrisiko von
25% besteht. 50% ihrer Kinder sind ebenfalls gesunde
Anlageträger, 25% tragen kein mutiertes Allel. Diese
Allelkombinationen können wiederum mit dem
Punnett-Quadrat abgeleitet werden.
In der Genetischen Beratung muß oft die Frage beantwortet werden, wie hoch das Erkrankungsrisiko für
Kinder eines ratsuchenden Paares ist, wenn in einer
der Familien eine autosomal-rezessive Erkrankung
aufgetreten ist.
In dem nachfolgenden Beispiel möchte das ratsuchende Paar wissen, wie groß die Wahrscheinlichkeit ist,
dass es ein an Cystischer Fibrose erkranktes Kind
bekommt. Es ist bekannt, dass der Bruder der
Ratsuchenden erkrankt ist, d.h. beide Eltern müssen
Anlageträger sein. Eine weitere Schwester ist klinisch
gesund. Für beide Schwestern beträgt das Risiko,
Anlageträger zu sein, 2:3, da im Punnett-Quadrat die
Möglichkeit “erkrankt” ausscheidet. Für den Partner
beträgt die Wahrscheinlichkeit, Anlageträger zu sein
bei einer Häufigkeit der Erkrankung von 1:2.000 nach
Berechnung durch das Hardy-Weinberg-Gesetz (s.
unten) 0,044. Das entspricht in etwa der Häufigkeit
von CF-Anlageträgern in der westlichen Bevölkerung
von 1:23.
Das Risiko für ein erkranktes Kind errechnet sich aus der
Wahrscheinlichkeit der Mutter, Anlageträgerin zu sein
(2:3), multipliziert mit der Wahrscheinlichkeit, das mutierte Allel zu vererben (1:2), multipliziert mit der
Wahrscheinlichkeit des Carrier-Status ihres Partners
(1:23), wiederum multipliziert mit der Wahrscheinlichkeit,
das mutierte Allel zu vererben (1:2), also: (0,666 x 0,5) x
(0,044 x 0,5) = 0,0734 (d.h. ca. 0,73 % oder 1:138)
Für den Fall, daß zwar die Häufigkeit (= die homozygot
Betroffenen) einer autosomal-rezessiv vererbten
Erkrankung bekannt ist, nicht aber die Heterozygotenfrequenz, kann das Hardy-Weinberg-Gesetz
Anwendung finden. Es beschreibt unter bestimmten
Bedingungen (z.B. dass der Genotyp die Partnerwahl
nicht beeinflusst), ein Populationsgleichgewicht. Es
wird mit der Formel (p+q)2 = p2+2pq+q2=1 beschrieben, wobei p für die Häufigkeit des Wildtypallels, q für
die Häufigkeit des seltenen (mutierten) Allels steht.
Dann steht q2 für die Häufigkeit der Erkrankung und
√ q2 für q, also die Genhäufigkeit. Da bei seltenen
Erkrankungen die Häufigkeit des Wildtypallels p = 1
gesetzt werden kann, ergibt sich die Formel
2pq = 2 x 1 x √ q2.
Bei einer Erkrankung, die mit einer Häufigkeit von
1:10.000 vorkommt (in Deutschland z.B. die Phenylketonurie), kann damit die Heterozygotenfrequenz
bestimmt werden:
- die Häufigkeit q2 = 1/10.000,
- die Genfrequenz q = 1/100.
- die Heterozygotenfrequenz 2pq ist daher
2 x 1/100 = 2/100 = 1/50.
Jeder fünfzigste in der deutschen Bevölkerung ist
somit Anlageträger für die Phenylketonurie.
Eine weitere Risikoabschätzung in der Genetischen
Beratung betrifft Paare, die blutsverwandt sind. Für
die häufigste Situation, die Ehepartner sind Cousin
und Cousine 1. Grades, gilt, dass sie ein gemeinsames
Großelternpaar und daher 1/8 ihrer Gene gemeinsam
haben. Damit stellt sich in der Genetischen Beratung
eines konsanguinen Paares mit einer autosomalrezessiv vererbten Erkrankung in der Familie die
Frage, mit welcher Wahrscheinlichkeit ein Kind die
Mutation aus beiden Familienzweigen erbt und
erkrankt. Im Beispiel der Cystischen Fibrose in der folgenden Abbildung seien die ratsuchenden Ehepartner
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genetische-beratung_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:20 Seite 14
Genetische Beratung
Cousin und Cousine 1. Grades. In diesem Fall hat der
Ehemann nicht die Carrier-Wahrscheinlichkeit der
Allgemeinbevölkerung von 1/23, sondern von 1/4, da
er ja auch mit dem Erkrankten verwandt ist. Somit
errechnet sich ein Risiko von 1/24 für erkrankte
Kinder.
Die Aufteilung der Allele kann wie bei den anderen
Erbgängen aus dem Punnett-Quadrat abgeleitet werden. In Fällen, in denen eine molekulargenetische Diagnostik nicht durchgeführt werden kann oder soll, ist
eine Risikoberechnung mit dem Bayes’schen Theorem
möglich.
Auch beim X-chromosomal-rezessiven Erbgang ist die
Berücksichtigung des Keimzellmosaiks wichtig. Bei der
Muskeldystrophie Duchenne ist aufgrund empirischer
Daten von einem ca. 10%igen Wiederholungsrisiko aufgrund eines Keimzellmosaiks auszugehen, wenn eine
Mutter einen erkrankten Sohn hat und bei ihr die
krankheitsverursachende Mutation nicht nachweisbar
ist.
Riskoberechnung für ein erkranktes Kind bei Konsanguinität (Cousine und Cousin 1. Grades)
X-chromosomal-rezessiver Erbgang
(z. Hämophilie A, Muskeldystrophie Duchenne/ Becker,
Diabetes insipidus renalis)
X-chromosomal-rezessiv vererbte Erkrankungen
manifestieren sich im männlichen Geschlecht, da
Männer nur ein X-Chromosom besitzen (Hemizygotie)
und somit eine Mutation in einem X-chromosomalen
Gen nicht kompensieren können. Bei einer Frau kann
eine X-rezessive Erkrankung dann auftreten, wenn sie
auf beiden X-Chromosomen ein mutiertes Allel geerbt
hat, was sehr selten der Fall ist, oder falls sie in dem
Gewebe oder Organ, in dem sich die Erkrankung manifestiert, eine einseitige (non-random) X-Inaktivierung
zugunsten des mutationstragenden X-Chromosoms
hat. Dies kommt z.B. beim OTC (Ornithin-Transcarbamylase)-Mangel vor, bei dem auch Anlageträgerinnen
Symptome bei Eiweißbelastung zeigen können. Die
Charakteristika X-chromosomal-rezessiver Vererbung
sind:
- ein betroffener Mann vererbt die Mutation an
alle seine Töchter, die damit Konduktorinnen
sind;
- es gibt keine Vater-Sohn-Übertragung;
- Kinder einer Konduktorin erben die Mutation mit
einer Wahrscheinlichkeit von 50%, Mädchen mit
der Mutation sind damit wiederum
Konduktorinnen, Jungen mit der Mutation
erkranken;
- obligate Überträgerinnen sind meist klinisch
unauffällig oder zeigen abgeschwächte
Symptome;
- betroffene männliche Familienmitglieder sind
über Frauen miteinander verwandt.
14
Beispiel für einen X-chromosomalen Erbgang. Die mit
Punkt gekennzeichnete Ratsuchende ist obligate Überträgerin, da sie einen betroffenen Bruder und einen betroffenen Sohn hat. Das Wiederholungsrisiko liegt damit in
jeder Schwangerschaft bei 50%.
Weitere Erbgänge
Neben den genannten häufigen Mendelschen Erbgängen gibt es einige andere Vererbungsmodi, die in
der Genetischen Beratung ggf. berücksichtigt werden
müssen:
- X-chromosomal-dominante Vererbung
(z.B. Rett-Syndrom)
- Mitochondriale Vererbung
(z.B. MELAS, MERF, Kearns-Sayre-Syndrom)
- Genomic Imprinting
(z.B. Prader-Willi-Syndrom, Angelman-Syndrom)
- Y-chromosomale (holandrische) Vererbung
(z.B. bei Spermiogenesestörungen)
- Somatische Mosaike autosomal-dominanter
Letal-Mutationen (z.B. McCune-Albright-Syndrom)
- Co-dominante Vererbung (z.B. HLA-Haplotyp)
Literatur
Richtlinie der GeKo zur genetischen Beratung, Bundesgesundheitsbl 54:1248 (2011), GenDG Bundesgesetzblatt 50,I, 2529
(2009), Emery and Remoin’s: Principles and Practice of
Medical Genetics 5th ed. Elsevier Ltd (2007) / Harper:
Practical Genetic Counseling 6th ed, Arnold (2004) /
Schneider, Counseling about Cancer (2 ed), Wiley-Liss (2002)
/ Young, Risk Calculation in Genetic Counseling (2 ed), Oxford
University press (1999) / Bontron et al, Clinical Genetics, a
Case Based Approach, WB Saunders (1998)
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qualitätsmanagement_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:23 Seite 15
Qualitätsmanagement
Qualitätsmanagement
Das Zentrum für Humangenetik und Laboratoriumsdiagnostik (MVZ) Dr. Klein, Dr. Rost und Kollegen ist in
einem innovativen Bereich der medizinischen
Diagnostik tätig. Entsprechend der Zielsetzung, qualitativ hochwertige Leistungen mit modernsten
Methoden auf dem Gebiet der molekularen
Diagnostik zu erbringen, ist die Laborausstattung auf
dem neuesten technischen Stand und ermöglicht einwandfreie Analysenergebnisse. Alle Mitarbeiter sind
hoch qualifiziert, bilden sich regelmäßig weiter und
sind gewohnt, eigenverantwortlich zu handeln.
Das Zentrum für Humangenetik und Laboratoriumsdiagnostik (MVZ) Dr. Klein, Dr. Rost und Kollegen fühlt
sich seinen Einsendern und Patienten in hohem Maß
verpflichtet. Daher ist es uns ein wichtiges Anliegen,
alle Vereinbarungen pflichtgemäß und pünktlich zu
erfüllen. Die Ziele des Qualitätsmanagements werden
von allen Mitarbeitern getragen, das gesamte Team
trägt für die Einhaltung der Prüfverfahren und
Standards Sorge und Verantwortung.
Das Zentrum für Humangenetik und Laboratoriumsdiagnostik (MVZ) nimmt den Schutz der persönlichen
Daten seiner Einsender, Patienten und Mitarbeiter
sehr ernst und hält sich strikt an die Vorgaben des
Datenschutzgesetzes. Für die Einhaltung der Datenschutzgesetzes ist der betriebliche Datenschutzbeauftragte verantwortlich.
Seit dem Inkrafttreten des Gendiagnostikgesetzes im
Februar 2010 ist das Zentrum für Humangenetik und
Laboratoriumsdiagnostik (MVZ) an die Einhaltung dieser gesetzlichen Vorgaben gebunden. Alle genetischen Untersuchungen auf genetische Eigenschaften
bei geborenen Menschen sowie bei Embryonen und
Feten während der Schwangerschaft fallen unter das
Gendiagnostikgesetz. Vor dem Beginn der Analyse
muss dem Labor eine schriftliche Einwilligung des
Patienten zu der durchzuführenden Untersuchung
vorliegen oder eine schriftliche Bestätigung des
Einsenders, dass ihm diese Einwilligung vorliegt.
Informationen zur Genetischen Beratung nach dem
Gendiagnostikgesetz finden Sie unter dem Kapitel
“Klinische Genetik”. Die Untersuchungsergebnisse
darf das Labor nur an die verantwortliche ärztliche
Person gemäß GenDG weitergeben. Die genetische
Probe wird vom Labor nach Abschluss der
Untersuchung vernichtet, falls keine Einwilligung des
Patienten zur längeren Aufbewahrung, zu wissenschaftlichen oder qualitätssichernden Zwecken vorliegt. Für die Untersuchungsergebnisse gilt eine
Aufbewahrungspflicht von 10 Jahren und für die
Abstammungsanalysen eine Aufbewahrungspflicht
von 30 Jahren.
Zu den wichtigsten Zielen unseres Qualitätsmanagement-Systems gehören:
Objektive Qualität
Die Richtigkeit der Laboranalysen genießt höchste
Priorität. Das Labor ist sich der hohen Verantwortung
im Bereich der medizinisch-genetischen Diagnostik
bewusst und führt deshalb die Analysen mit größter
Sorgfalt und Gewissenhaftigkeit aus.
Kurze Bearbeitungsdauer
Durch effizient gestaltete Prozessabläufe in allen
Abteilungen ist das Labor in der Lage, vergleichsweise
kurze Bearbeitungszeiten anzubieten.
Hochwertige Technik
Es ist dem Labor ein Anliegen, Prozessabläufe stetig zu
optimieren und dem neuesten Stand der Technik
anzupassen. Daher entspricht die Laborausstattung
dem aktuellen wissenschaftlichen Kenntnisstand und
wird regelmäßig auf ihre Funktionalität geprüft.
Externe Qualitätssicherungsmaßnahmen
Um die Qualität der Analysen dauerhaft sicherzustellen, nimmt das Labor regelmäßig und erfolgreich an
nationalen und internationalen Ringversuchen folgender Veranstalter teil:
-
INSTAND e.V.
RfB
EMQN
CF Network
CEQA
BVDH
DGAB
DZA
UKNEQUAS
Euroimmun
QUIP
Desweiteren werden für Analysen, für die derzeit
noch kein Ringversuch verfügbar ist, Probenaustausche
mit anderen Laboratorien oder Inhouse-Kontrollen
durchgeführt.
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qualitätsmanagement_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:23 Seite 16
Qualitätsmanagement
Ringversuchsteilnahmen
Abstammungsanalysen
Regelmäßige Teilnahme an Ringversuchen der
Deutschen Gesellschaft für Abstammungsbegutachtung (DGAB).
Immunbiologie
Regelmäßige Teilnahme an Ringversuchen für
Analysen in den Bereichen Klinische Chemie,
Autoantikörper, Endokrinologie, Hämostaseologie,
Lymphozytentypisierung, Ersttrimesterscreening und
Zytokine.
Immungenetik
Regelmäßige Teilnahme an Ringversuchen für HLAund KIR-Typisierungen.
Mikrobiologie / Virologie
Regelmäßige Teilnahme an Ringversuchen für
Analysen aus der molekularen Mikrobiologie und
Virologie.
Molekulare Humangenetik
Regelmäßige Teilnahme an Ringversuchen für
Analysen aus den Bereichen Molekulargenetik,
Neurogenetik, Stoffwechselgenetik, Pharmakogenetik,
Nutrigenetik, Reproduktionsgenetik, molekulare
Tumorgenetik und Immundefekte.
Zytogenetik
Regelmäßige Teilnahme an Ringversuchen für zytogenetische Untersuchungsarten inklusive Tumorzytogenetik.
Entwicklung des QM-Systems
Um den hohen Ansprüchen an die Qualität labormedizinischer Untersuchungen und im Besonderen genetischer Analysen gerecht zu werden, wurde bereits
2001 ein Qualitätsmanagement-System nach DIN EN
ISO 9001 etabliert und in die Praxis umgesetzt. Das
Zentrum für Humangenetik und Laboratoriumsdiagnostik (MVZ) Dr. Klein, Dr. Rost und Kollegen legt
großen Wert darauf, nicht nur deutschen Qualitätsstandards zu genügen, sondern auch den internationalen Bemühungen zur Harmonisierung von
Qualitätsstandards gerecht zu werden (Press-release
ILAC). In den Jahren 2002 und 2003 erfolgte daher die
Anpassung des QM-Systems an die internationale
Norm DIN EN ISO/IEC 17025 "Allgemeine Anforderungen an die Kompetenz von Prüf- und Kalibrierlaboratorien". Die Akkreditierung durch die DACH
(Deutsche Akkreditierungsstelle Chemie GmbH) fand
im November 2003 statt (Urkunde Prüflabor).
Im Januar 2005 erfolgte die Erweiterung der
Akkreditierung nach DIN EN ISO/IEC 17025:
16
- Aufnahme der internationalen Norm DIN EN ISO
15189 „Medizinische Laboratorien – Besondere
Anforderungen an die Qualität und Kompetenz“
- Aufnahme vieler neuer Untersuchungsparameter
aus der Humangenetik sowie vieler neuer
Untersuchungsarten aus dem Bereich der
Laboratoriumsmedizin (Klinische Chemie,
Hämatologie) in die Akkreditierung
Im November 2008 fand die erste Reakkreditierung
statt. Diese umfasste die Akkreditierung neuer
Technologien und Verfahren:
- Array-CGH Verfahren
- Hybridisierungsverfahren (z.B. MLPA-Verfahren
aus dem Bereich Molekulargenetik)
- neue Untersuchungsverfahren im Bereich
Klinische Chemie
Im März 2010 erfolgte erstmals die Überwachung
durch die am 01.01.2010 ins Leben gerufene DAkkS
(Deutsche Akkreditierungsstelle GmbH).
Im Rahmen der Überwachung im September 2011
wurden viele weitere Untersuchungsverfahren in den
Akkreditierungsumfang aufgenommen. Hierzu gehörte auch die Akkreditierung der Aneuploidiediagnostik
an Einzelzellen und Polkörpern im Zuge einer
Polkörperdiagnostik (PKD).
Im März 2013 erfolgte die zweite Reakkreditierung.
Auch hier wurde die Akkreditierung nach DIN EN ISO
15189 um viele Untersuchungsverfahren sowohl in
der klinischen Chemie als auch in der Genetik
erweitert. Einer der Begutachtungsschwerpunkte lag
dabei auf der Methode des Next Generation
Sequencing (NGS).
Der Bereich der HLA-Typisierung erhielt 2008 durch
die Regierung von Oberbayern ein allgemeingültiges
GMP-Zertifikat gemäß §14 Abs. 4 Nr. 3 AMG und ist
zusätzlich bereits seit dem Jahr 2000 durch die EFI
(European Federation for Immunogenetics) akkreditiert.
Eine Erweiterung des GMP-Zertifikats um
Untersuchungen aus dem Bereich der klinischen
Chemie und um die Methode Next Generation
Sequencing (NGS) wird noch 2013 angestrebt.
Interne und externe Qualitätskontrollen (z. B.
Mitführen von standardisierten Kontrollproben und
Ringversuche) werden nach den aktuellen Richtlinien
der Bundesärztekammmer zur Qualitätssicherung
laboratoriumsmedizinischer Untersuchungen durchgeführt.
So wie das Labor stets den neuesten Stand der Technik
anstrebt, wird auch das QM-System laufend weiterentwickelt und den notwendigen Normen und
Regelwerken angepasst.
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Qualitätsmanagement
Übersicht der akkreditierten und zertifizierten Bereiche:
Richtlinie /Norm
Abteilung /Bereich
Din EN ISO 17025
Abstammungsanalysen
Din EN ISO 15189
alle Laborabteilungen
Stelle /Behörde
Deutsche Akkreditierungsstelle
Deutsche Akkreditierungsstelle
Stand
Reakkreditierung 03/13
Reakkreditierung 03/13
GMP Richtlinie der Eurpäischen HLA- Typisierung
Gemeinschaft
Regierung von Oberbayern
Oct-08
gültig bis 12/2013
GLP and Qualityassurance
European Federation of
Immunogenetics (EFI)
Fetal Medicine Foundation
EFI Standards for
histocompability testing
HLA-Typisierung
First Trimester screening
(PAPP-A, freie ß-HCG-Kette)
Urkuden & Zertifikate
Oct-05
-
Akkreditierungsurkunde zur DIN EN ISO 15189
Medizinisches Labor
Akkreditierungsurkunde zur DIN EN ISO/IEC 17025
Prüflabor
EFI Urkunde
GMP-Zertifikat zur HLA-Typisierung
FMF-Zertifikat für Ersttrimesterscreening
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Qualitätsmanagement
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probennahme_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:25 Seite 19
Probennahme
Probennahme / Versand
Molekulargenetik
Zentrale Rufnummer:
+49.89.895578-0
Gebührenfreies Servicetelefon: 0800-GENETIK
(0800-4363-845)
E-Mail: [email protected]
Gerne beantworten wir Ihre Fragen zu:
- Probeneingang
- Erforderlichen Entnahmematerialien
- Erforderlichen Unterlagen (z.B. Einverständnis,
Kostenübernahme, Ü-Schein)
- Probenentnahme und Lagerung
- Probenversand und Probenabholung
- Bestellung von kostenlosen Entnahmesets und
Anforderungsformularen
- Anbindung an den Fahrdienst
- Aufbewahrung untersuchter Proben
- Nachforderung zusätzlicher Untersuchungen
Die Probenannahme ist Montag - Freitag von 8:00 17:00 Uhr besetzt. Nach 17:00 Uhr wenden Sie sich
bitte an das Sekretariat unter 089/895578-0.
Wochenenden und Feiertage nach Vereinbarung.
Auf Anfrage senden wir Ihnen gerne unser Handbuch
der Präanalytik zu.
Gewinnung und Kennzeichnung des Untersuchungsmaterials:
Bitte kennzeichnen Sie alle Entnahmematerialien mit
einem wasserfesten Filzstift mit dem Namen, Vornamen, Geburtsdatum, ggf. Abnahmetag und der
Uhrzeit oder benutzen Sie Barcode-Etiketten mit eindeutiger Auftragsnummer. Bei Verwendung von
Schleimhautabstrichtupfern kennzeichnen Sie bitte
das Röhrchen und den Griffstopfen mit einer Nummer
von 1 bis 9, um eine Verwechslung der Tupfer beim
Trocknen auszuschließen. Bitte beachten:
- Nach den Richtlinien der zuständigen
Fachgesellschaften und unseres QM-Systems
muss unbeschriftetes Probenmaterial verworfen
werden, wenn die Identität des Materials nicht
zweifelsfrei geklärt werden kann.
- Die Kontamination des Untersuchungsmaterials
mit dem Material anderer Personen ist unbedingt
zu vermeiden, da sonst bei der Mehrzahl der
molekulargenetischen Untersuchungsverfahren
durch nachfolgende Amplifikationsschritte (PCR)
die Gefahr von Fehlinterpretationen besteht.
Allgemeine Hinweise:
Ausgangsmaterial der meisten molekulargenetischen
Untersuchungen ist DNA (DNS), die aus kernhaltigen
Zellen gewonnen wird. Prinzipiell ist in allen kernhaltigen Zellen die komplette genetische Information vorhanden und einer Analyse durch molekulargenetische
Methoden zugänglich. Für die Untersuchung molekulargenetischer Parameter muss der Patient zur
Probennahme nicht nüchtern sein.
Probenstabilität
Da DNA äußerst stabil ist, kann das Untersuchungsmaterial mehrere Tage bei Raumtemperatur gelagert
und verschickt werden. Der Transport ist nicht zeitkritisch.
Applikation
Standardmaterial
Alternativmaterial
Mutationssuche,
Deletionsdiagnostik
2 x 1 ml EDTA-Blut
Triple-Repeat-Erkrankungen
(z.B. Fragiles X-Syndrom)
optimal 3 ml EDTA-Blut,
mind. 1 ml EDTA-Blut (z.B. bei
Kleinkindern und erschwerten
Abnahmebedingungen)
Nach Rücksprache:
Tupferabstrich der Wangenschleimhaut,
Gewebeprobe nativ,
Gewebeprobe fixiert
Zieldiagnostik
- Mutationen
- Polymorphismen
- genetische Marker
1 ml EDTA-Blut
Tupferabstrich der Wangenschleimhaut,
Gewebeprobe nativ,
nach Rücksprache: Gewebeprobe fixiert
entfällt
Probenmaterial für molekulargenetische Untersuchungen
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Probennahme
Pharmakogenetik
Gewinnung und Kennzeichnung des Untersuchungsmaterials:
Bitte kennzeichnen Sie alle Entnahmematerialien mit
einem wasserfesten Filzstift mit dem Namen, Vornamen, Geburtsdatum, ggf. Abnahmetag und der
Uhrzeit oder benutzen Sie Barcode-Etiketten mit eindeutiger Auftragsnummer. Bei Verwendung von
Schleimhauttupfern kennzeichnen Sie bitte das
Röhrchen und den Griffstopfen mit einer Nummer
von 1 bis 9, um eine Verwechslung der Tupfer beim
Trocknen auszuschließen. Bitte beachten:
- Nach den Richtlinien der zuständigen
Fachgesellschaften und unseres QM-Systems
müssen unbeschriftete Materialien grundsätzlich
verworfen werden.
- Die Kontamination des Untersuchungsmaterials
mit dem Material anderer Personen ist unbedingt
zu vermeiden, da sonst bei der Mehrzahl der
molekulargenetischen Untersuchungsverfahren
durch nachfolgende Amplifikationsschritte (PCR)
die Gefahr von Fehlinterpretationen besteht.
- Für eine effiziente pharmakogenetische
Beurteilung benötigen wir eine exakte
Medikamentenanamnese. Verwenden Sie hierfür
bitte unser Anforderungsformular
“Pharmakogenetik”. Die Bestimmung von
Medikamentenspiegeln (therapeutisches
Drugmonitoring) ist nach Rücksprache möglich.
Applikation
Allgemeine Hinweise
Ausgangsmaterial der meisten pharmakogenetischen
Untersuchungen ist DNA (DNS), die aus kernhaltigen
Zellen gewonnen wird. Prinzipiell ist in allen kernhaltigen Zellen die komplette genetische Information vorhanden und einer Analyse durch molekulargenetische
Methoden zugänglich. Für die Untersuchung pharmakogenetischer Parameter muss der Patient zur
Probennahme nicht nüchtern sein.
Probenstabilität
Da DNA äußerst stabil ist, kann das Untersuchungsmaterial mehrere Tage bei Raumtemperatur gelagert
und verschickt werden. Der Transport ist nicht zeitkritisch. Die einzelnen Abnahme- und Transportbedingungen für Drugmonitoring erfahren Sie in der
Probenannahme (Tel: 089-895578-0).
Standardmaterial
Arzneimittelunverträglichkeit
1 ml EDTA-Blut
(CYP2D6, CYP2C9, CYP2C19, CYP3A4, NAT, MDR,
VKORC1 etc.)
Alternativmaterial
Tupferabstrich der Wangenschleimhaut,
Gewebeprobe nativ,
nach Rücksprache:
Gewebeprobe fixiert
Probenmaterial für pharmakogenetische Untersuchungen
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Probennahme
Nutrigenetik
Gewinnung und Kennzeichnung des Untersuchungsmaterials:
Bitte kennzeichnen Sie alle Entnahmematerialien mit
einem wasserfesten Filzstift mit dem Namen, Vornamen, Geburtsdatum, ggf. Abnahmetag und der
Uhrzeit oder benutzen Sie Barcode-Etiketten mit eindeutiger Auftragsnummer. Bei Verwendung von
Schleimhauttupfern kennzeichnen Sie bitte das
Röhrchen und den Griffstopfen mit einer Nummer von
1 bis 9, um eine Verwechslung der Tupfer beim
Trocknen auszuschließen. Bitte beachten:
- Nach den Richtlinien der zuständigen
Fachgesellschaften und unseres QM-Systems
müssen unbeschriftete Materialien grundsätzlich
verworfen werden.
- Die Kontamination des Untersuchungsmaterials
mit dem Material anderer Personen ist unbedingt
zu vermeiden, da sonst bei der Mehrzahl der
molekulargenetischen Untersuchungsverfahren
durch nachfolgende Amplifikationsschritte (PCR)
die Gefahr von Fehlinterpretationen besteht.
- Für eine effiziente nutrigenetische Beurteilung
benötigen wir eine exakte Ernährungsanamnese.
Verwenden Sie hierfür bitte unser
Anforderungsformular “Nutrigenetik”.
Zusätzliche immunologische Bestimmungen
einzelner Parameter sind nach Rücksprache
möglich.
Allgemeine Hinweise
Ausgangsmaterial der meisten nutrigenetischen
Untersuchungen ist DNA (DNS), die aus kernhaltigen
Zellen gewonnen wird. Prinzipiell ist in allen kernhaltigen Zellen die komplette genetische Information vorhanden und einer Analyse durch molekulargenetische
Methoden zugänglich. Für die Untersuchung nutrigenetischer Parameter muss der Patient zur
Probennahme nicht nüchtern sein.
Probenstabilität
Da DNA äußerst stabil ist, kann das Untersuchungsmaterial mehrere Tage bei Raumtemperatur gelagert
und verschickt werden. Der Transport ist nicht zeitkritisch.
Applikation
Standardmaterial
Zöliakie-Diagnostik
Genetik:
1ml EDTA Blut
Nahrungsmittelunverträglichkeit (ALDOB,
G6PDH, LCT etc.)
1 ml EDTA-Blut
AK-Diagnostik:
Serum
Alternativmaterial
Tupferabstrich der Wangenschleimhaut,
Gewebeprobe nativ,
nach Rücksprache:
Gewebeprobe fixiert
Genetik:
Tupferabstrich
Probenmaterial für nutrigenetische Untersuchungen
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Probennahme
Zytogenetik
Gewinnung und Kennzeichnung des Untersuchungsmaterials:
Bitte kennzeichnen Sie alle Entnahmematerialien mit
einem wasserfesten Filzstift mit dem Namen, Vornamen, Geburtsdatum, ggf. Abnahmetag und der
Uhrzeit oder benutzen Sie Barcode-Etiketten mit eindeutiger Auftragsnummer. Bitte beachten:
- Nach den Richtlinien der zuständigen
Fachgesellschaften und unseres QM-Systems
müssen unbeschriftete Materialien grundsätzlich
verworfen werden.
- Die Proben dürfen auf keinen Fall eingefroren
werden!
Applikation
Methode
Pränataldiagnostik
Chromosomenanalyse
FISH-Schnelltest
Postnataldiagnostik
Chromosomenanalyse
FISH, 24-Farben-FISH
Abortdiagnostik
Chromosomenanalyse
Array-CGH
Hybridisierung
Methylierungsdiagnostik
MS-PCR
Allgemeine Hinweise:
Ausgangsmaterial der meisten zytogenetischen
Untersuchungen sind vitale Zellen, die für eine
Präparation der Chromosomen oder für die Gewinnung
von DNA zuvor kultiviert werden. Für die Untersuchung zytogenetischer Parameter muss der Patient
zur Probennahme nicht nüchtern sein. Falls ein FISHSchnelltest (derzeit nur als IGeL verfügbar) gewünscht
wird, vermerken Sie dies bitte auf unserem speziellen
Anforderungsformular.
Probenstabilität
Da im Bereich der Zytogenetik in fast allen Fällen
Kulturen aus lebenden Zellen angelegt werden
müssen, ist der Probentransport zeitkritisch. Der
Versand für die zytogenetischen Untersuchungen sollte, wenn möglich, innerhalb von 24 Stunden und über
den Fahrdienst erfolgen, da eine verlängerte Lagerung
die Probenqualität beeinträchtigt. Kühlung bei 4°C ist
von Vorteil, aber nicht unbedingt notwendig. Eine
vorherige Anmeldung der Untersuchung (insbesondere vor Wochenenden und Feiertagen) erleichtert uns
die Planung der Zellkultur und beschleunigt den
Untersuchungsablauf (Tel: 089-895578-0, Fax: 089895578-780).
Material
Fruchtwasser (15-20 ml) steril
entnommen oder
Chorionzotten (10-30 mg)
2-5 ml heparinisiertes
Vollblut
Plazenta- und fötales Gewebe
(z. B. Nabelschnur, Haut)
oder
Fascia lata in steriler physiologischer
NaCl-Lösung
1-2 ml EDTA-Blut
oder
mind. 3 µg DNA, Mindestkonzentration 100 ng/µl
Probenstabilität
Probentransport zeitkritisch
Versand, wenn möglich,
innerhalb 24 Stunden über
Fahrdienst,
Kühlung bei 4° von Vorteil
1-2 ml EDTA-Blut
Probenmaterial für zytogenetische Untersuchungen
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Probennahme
Reproduktionsgenetik
Gewinnung und Kennzeichnung des Untersuchungsmaterials:
Bitte kennzeichnen Sie alle Entnahmematerialien mit
einem wasserfesten Filzstift mit dem Namen, Vornamen, Geburtsdatum, ggf. Abnahmetag und der
Uhrzeit oder benutzen Sie Barcode-Etiketten mit eindeutiger Auftragsnummer. Bitte beachten:
- Nach den Richtlinien der zuständigen
Fachgesellschaften und unseres QM-Systems
müssen unbeschriftete Materialien grundsätzlich
verworfen werden.
- Die Proben dürfen auf keinen Fall eingefroren
werden!
Applikation
Pränataldiagnostik
Methode
Allgemeine Hinweise:
Ausgangsmaterial der meisten reproduktionsgenetischen Untersuchungen sind vitale Zellen, die für eine
Präparation der Chromosomen oder für die Gewinnung
von DNA zuvor kultiviert werden. Für die Untersuchung reproduktionsgenetischer Parameter muss
der Patient zur Probennahme nicht nüchtern sein.
Falls ein FISH-Schnelltest (derzeit nur als IGeL verfügbar) gewünscht wird, vermerken Sie dies bitte auf
unserem speziellen Anforderungsformular.
Probenstabilität
Da im Bereich der Reproduktionsgenetik in einigen
Fällen Kulturen oder Präparate aus lebenden Zellen
angelegt werden müssen, ist der Probentransport
zeitkritisch. Der Versand für die reproduktionsgenetischen Untersuchungen sollte, wenn möglich, innerhalb von 24 Stunden und über den Fahrdienst erfolgen, da eine verlängerte Lagerung die Probenqualität
beeinträchtigt. Eine vorherige Anmeldung der
Untersuchung (insbesondere vor Wochenenden und
Feiertagen) erleichtert uns die Planung der Zellkultur
und beschleunigt den Untersuchungsablauf.
Polkörper müssen innerhalb von 5 Stunden in speziellen Gefäßen direkt ins Labor transportiert werden
(Rücksprache erforderlich: Tel: 089-895578-0, Fax:
089-895578-780)
Material
Probentransport
Chromosomenanalyse Fruchtwasser (15-20 ml) steril entnom- Raumtemperatur, innerhalb 48 Stunden
FISH-Schnelltest
men oder Chorionzotten (10-30 mg)
Postnataldiagnostik Chromosomenanalyse 2-5 ml heparinisiertes Vollblut
FISH
(Natrium- oder Lithium-Heparin)
Raumtemperatur, Postversand möglich
Polkörperdiagnostik Array-CGH / PCR
*
Polkörper 1, Polkörper 2 steril
entnommen in Reaktionsgefäßen
4°C, innerhalb 24 Stunden,
nur nach Absprache
1 ml EDTA-Blut
Raumtemperatur, Postversand möglich
Abortdiagnostik
Chromosomenanalyse Plazenta- oder fetales Gewebe (z.B.
Nabelschnur, Haut) oder Fascia lata in
steriler physiologischer NaCl-Lösung*
Mutationssuche,
PCR, DNADeletionsdiagnostik Sequenzanalyse
Zieldiagnostik
(Mutationen,
Polymorphismen,
Marker)
PCR, DNASequenzanalyse
1 ml EDTA-Blut
Raumtemperatur, innerhalb 48 Stunden
Postversand möglich
Raumtemperatur, Postversand möglich
* nur nach Rücksprache
Probenmaterial für reproduktionsgenetische Untersuchungen
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Probennahme
Immungenetik
Gewinnung und Kennzeichnung des Untersuchungsmaterials:
Bitte kennzeichnen Sie alle Entnahmematerialien mit
einem wasserfesten Filzstift mit dem Namen, Vornamen, Geburtsdatum, ggf. Abnahmetag und der
Uhrzeit oder benutzen Sie Barcode-Etiketten mit eindeutiger Auftragsnummer. Bei Verwendung von
Schleimhauttupfern kennzeichnen Sie bitte das
Röhrchen und den Griffstopfen mit einer Nummer
von 1 bis 9, um eine Verwechslung der Tupfer beim
Trocknen auszuschließen. Bitte beachten:
- Nach den Richtlinien der zuständigen
Fachgesellschaften, der European Federation of
Immunogenetics (EFI) und unseres QM-Systems
müssen unbeschriftete Materialien grundsätzlich
verworfen werden.
- Die Kontamination des Untersuchungsmaterials
mit dem Material anderer Personen ist unbedingt
zu vermeiden, da sonst bei der Mehrzahl der
molekulargenetischen Untersuchungsverfahren
durch nachfolgende Amplifikationsschritte (PCR)
die Gefahr von Fehlinterpretationen besteht.
Applikation
HLA-Merkmale
KIR-Diagnostik
Zieldiagnostik (Mutationen,
Polymorphismen, Marker)
Mutationssuche,
Deletionsdiagnostik
Probenstabilität
Da DNA äußerst stabil ist, kann das Standarduntersuchungsmaterial (EDTA-Blut) mehrere Tage bei
Raumtemperatur gelagert und verschickt werden. Der
Transport ist nicht zeitkritisch. Bei Verwendung von
Schleimhauttupferabstrichen ist unbedingt darauf zu
achten, dass die Tupfer gut trocknen und dann zügig
verschickt werden (Gefahr der Schimmelbildung).
Standardmaterial
Alternativmaterial
1 ml EDTA-Blut
Tupferabstrich der Wangenschleimhaut
1 ml EDTA-Blut
Tupferabstrich der Wangenschleimhaut
1 ml EDTA-Blut
Tupferabstrich der Wangenschleimhaut
1 ml EDTA-Blut
Interleukin-Polymorphismen
Allgemeine Hinweise
Ausgangsmaterial der meisten immungenetischen
Untersuchungen ist DNA (DNS), die aus kernhaltigen
Zellen gewonnen wird. Prinzipiell ist in allen kernhaltigen Zellen die komplette genetische Information vorhanden und einer Analyse durch molekulargenetische
Methoden zugänglich. Für die Untersuchung immungenetischer Parameter muss der Patient zur Probennahme nicht nüchtern sein.
1 ml EDTA-Blut
Tupferabstrich der Wangenschleimhaut,
Gewebeprobe nativ,
nach Rücksprache:
Gewebeprobe fixiert
Tupferabstrich der Wangenschleimhaut
Probenmaterial für immungenetische Untersuchungen
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Probennahme
Molekulare Onkologie
Gewinnung und Kennzeichnung des Untersuchungsmaterials:
Bitte kennzeichnen Sie alle Entnahmematerialien mit
einem wasserfesten Filzstift mit dem Namen,
Vornamen, Geburtsdatum, ggf. Abnahmetag und der
Uhrzeit oder benutzen Sie Barcode-Etiketten mit eindeutiger Auftragsnummer. Bitte beachten:
- Nach den Richtlinien der zuständigen
Fachgesellschaften und unseres QM-Systems
müssen unbeschriftete Materialien grundsätzlich
verworfen werden.
- Die Proben dürfen auf keinen Fall eingefroren
werden!
- Sie helfen uns, das Untersuchungsergebnis
effizienter zu beurteilen, wenn Sie dem
Untersuchungsauftrag klinische Informationen
beifügen. Bitte verwenden Sie hierfür unser
Anforderungsformular.
Allgemeine Hinweise
Ausgangsmaterial für hämatoonkologische Untersuchungen sind entweder vitale Zellen, die für eine
Präparation der Chromosomen oder für die spätere
Gewinnung von DNA/RNA zuvor aus Heparin-Blut
oder -Knochenmark kultiviert werden oder EDTA-Blut
oder -Knochenmark zur direkten DNA-/RNAIsolierung. Für die Untersuchung onkologischer
Parameter muss der Patient bei der Probennahme in
der Regel nicht nüchtern sein.
Probenstabilität
Da im Bereich der hämatoonkologischen Diagnostik in
vielen Fällen Kulturen aus lebenden Zellen angelegt
werden müssen, ist der Probentransport für tumorzytogenetische Untersuchungen zeitkritisch. Der
Versand sollte, wenn möglich, innerhalb von 24
Stunden und über den Fahrdienst erfolgen, da eine
verlängerte Lagerung die Probenqualität beeinträchtigt. Kühlung bei 4°C ist von Vorteil, aber nicht unbedingt notwendig. Eine vorherige Anmeldung der
Untersuchung (insbesondere vor Wochenenden und
Feiertagen) erleichtert uns die Planung der Zellkultur
und beschleunigt den Untersuchungsablauf.
Tel: 089-895578-0, Fax: 089-895578-780
Während die Analyse von DNA keine besonderen Vorkehrungen erfordert, sollte die Asservierung und der
Versand von RNA-Proben auf jeden Fall innerhalb von
24 Stunden erfolgen. Falls Sie keine oder wenig Erfahrung mit RNA-Analysen (qRT-PCR) haben, beraten wir
Sie gerne persönlich, was hierbei zu beachten ist.
Auch für die korrekte Bestimmung der LymphozytenSubpopulationen empfehlen wir die Verwendung
spezieller Entnahmegefäße (CPDA1-Gefäße), um
Transportartefakte zu minimieren. Grundsätzlich sollten Proben täglich versendet werden (nicht sammeln)
und ein Versand über das Wochenende vermieden
werden. Die Proben sollten vor direkter
Sonneneinstrahlung und extremer Kälte geschützt
werden (Versandtüten mit Probenmaterial nicht in
Außenbriefkästen einwerfen).
Applikation
Methode
Material
Immunzytologie
Immunphänotypisierung
ca. 2 ml Heparin-Knochenmark oder
ca. 2 ml EDTA-Knochenmark
Aspirationszytologie
Tumorzytogenetik
Molekulargenetik
Zytomorphologie
Zytochemie
Histologie
Chromosomenanalyse
FISH
24-Farben-FISH
PCR
Expression Profiling
RT-PCR
Copy Number Variation
Array-CGH
Whole Genome Expression Array
ca. 2 ml EDTA-Knochenmark
ca. 5 ml Heparin-Knochenmark oder
ca. 5 ml Heparin-Blut
(kein EDTA-Blut!, kein Citratblut!)
2-5 ml EDTA-Knochenmark oder
2-5 ml EDTA-Blut
ca. 2,5 ml EDTA-Knochenmark oder
ca. 2,5 ml EDTA-Blut und
Blut im RNA-stabilisierendem PAXgeneRöhrchen
ca. 2,5 ml EDTA-Knochenmark oder
ca. 2,5 ml EDTA-Blut
Probenmaterial für die Leukämie- und Lymphomdiagnostik
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Probennahme
Applikation
Material
Lymphozytentypisierung
(Immunstatus)
verschiedene Fragestellungen
zusätzlich:
5 ml CPDA-1-Blut (Lagerung bei Raumtemperatur)
Bei Leukämie/Lymphom-Diagnostik bitte auch
Blutausstrich mitschicken
Kleines / Großes Blutbild
2,5 ml EDTA-Blut
Probenmaterial für immunhämatologische Untersuchungen
Applikation
Methode
Material
Expression Profiling
qRT-PCR
Whole Genome Array
auf Anfrage
Molekulare
Tumorzytogenetik
FISH
24-Farben-FISH
natives Tumormaterial oder
fixiertes Tumormaterial
(Tumorgewebeschnitte, z.B. Paraffin-fixiertes
Mammakarzinom) oder
Körperflüssigkeiten, die in Kontakt mit
Tumorzellen sind (z.B. Urin bei
Blasenkarzinom)
Probenmaterial für Diagnostik solider Tumore
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Probennahme
Molekulare Mikrobiologie und Virologie
Kennzeichnung des Untersuchungsmaterials:
Bitte kennzeichnen Sie alle Entnahmematerialien mit
einem wasserfesten Filzstift mit dem Namen,
Vornamen, Geburtsdatum, ggf. Abnahmetag und der
Uhrzeit oder benutzen Sie Barcode-Etiketten mit eindeutiger Auftragsnummer. Bitte beachten:
- Nach den Richtlinien der zuständigen
Fachgesellschaften und unseres QM-Systems
müssen unbeschriftete Materialien grundsätzlich
verworfen werden.
- Die Proben dürfen auf keinen Fall eingefroren
werden!
- Bitte kennzeichnen Sie bei bekannter Infektiosität
(z.B. HIV, HCV) die Probe entsprechend.
Applikation
Borrelia burgdorferi
Methode
PCR
Allgemeine Hinweise
Ausgangsmaterial der meisten molekularmikrobiologischen/virologischen Untersuchungen ist ErregerDNA (DNS) oder RNA (RNS), die aus einer Blut- bzw.
Gewebeprobe, einer Anzucht oder einem Punktat
gewonnen wird. Für die Untersuchung molekularmikrobiologischer/ virologischer Parameter muss der
Patient zur Probennahme nicht nüchtern sein.
Probenstabilität
Obwohl Erreger-DNA oder -RNA in der Regel stabil ist,
sollte das Untersuchungsmaterial bei 4°C gelagert und
innerhalb 24 Stunden verschickt werden. Der
Transport ist bedingt zeitkritisch.
Material
Hautbiopsie
1,0 ml Gelenkpunktat
1,5 ml Liquor
Probenmaterial für die Borrelien-Diagnostik
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Probennahme
Immunbiologie
Gewinnung und Kennzeichnung des Untersuchungsmaterials:
Bitte kennzeichnen Sie alle Entnahmematerialien mit
einem wasserfesten Filzstift mit dem Namen, Vornamen, Geburtsdatum, ggf. Abnahmetag und der
Uhrzeit oder benutzen Sie Barcode-Etiketten mit eindeutiger Auftragsnummer. Bitte beachten:
- Nach den Richtlinien der zuständigen
Fachgesellschaften und unseres QM-Systems
müssen unbeschriftete Materialien grundsätzlich
verworfen werden.
- Bei einigen Parametern (z.B. Gerinnungsfaktoren
oder Immunstatus) müssen die Proben
eingefroren oder in Spezialgefäßen transportiert
werden, um eine qualitativ hochwertige Analytik
zu gewährleisten. Bitte beachten Sie die Hinweise
bei den jeweiligen Parametern.
Allgemeine Hinweise
Ausgangsmaterial der meisten immunbiologischen
Untersuchungen ist Serum oder Vollblut, dessen
Gerinnung durch Zusatzstoffe (Citrat, EDTA) gehemmt
wird. Für die Untersuchung hämatologischer, hämostaseologischer und immunologischer Parameter
muss der Patient zur Probennahme nicht nüchtern
sein. Für die Bestimmung von klinisch-chemischen
oder endokrinologischen Kenngrößen sowie Stoffwechselparametern ist eine standardisierte Blutentnahme (nüchtern, liegend, 8.00 Uhr) empfehlenswert.
Applikation
Quick, PTT, aPTT
Antithrombin 3
Protein C, Protein S
Faktor XII, XIII
Lupus-Antikoagulans
Probenstabilität
Grundsätzlich sollten Proben täglich versendet werden (nicht sammeln) und ein Versand über das
Wochenende vermieden werden. Die Proben sollten
vor direkter Sonneneinstrahlung oder extremer Kälte
geschützt werden (Versandtüten mit Probenmaterial
nicht in Außenbriefkästen einwerfen!). Serum ist in
der Regel über mindestens 48 Stunden stabil. Bei
manchen Parametern (z.B. Lymphozytensubpopulationen) empfiehlt sich die Zugabe von
Konservierungsstoffen (z.B. CPDA1). Zeitkritisch sind
z.B. Analysen der Gerinnungsfaktoren und des
Ersttrimester-Screenings. Bei diesen Proben sollte
unbedingt folgendes beachtet werden:
- Citrat-Blut (Gerinnung) und Vollblut (freies β-HCG
und PAPP-A) sollte im Idealfall am gleichen Tag
bzw. innerhalb von 24 Stunden im Labor sein oder
- Citrat- und Vollblut unmittelbar nach der Probennahme zentrifugieren, Citrat-Plasma (Gerinnung)
bzw. Serum (freies β-HCG und PAPP-A) abpipettieren und bei -20°C einfrieren. Für den
Transport des gefrorenen Citrat-Plasmas und des
Serums stehen Kühl-Akkus zur Verfügung.
Untersuchungsaufträge:
Auf unserer Homepage www.medizinische-genetik.de
finden Sie unter Download/Untersuchungsaufträge
kontinuierlich aktualisierte Anforderungsformulare zu
unserem Leistungsspektrum. Alle Formulare sind auch
kostenlos als Printversion erhältlich (Tel.:
089/895578-0).
Material
Probeneingang am selben Tag - 24 Std. nach Abnahme:
5 ml Citratblut
Probeneingang später:
2 x 1 ml Citratplasma (gefroren, Transport im Kühlakku)
Bei der Analyse von mehreren Faktoren:
4 x 1 ml Citratplasma
Probenmaterial für Gerinnungsanalysen
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Probennahme
Applikation
Material
ANA/ENA
10 ml Vollblut (ohne Zusätze)
DNS-Autoantikörper
Autoantikörper gegen
- Annexin
- b-2-Glykoprotein
- Cardiolipin
- Gewebstransglutaminase
- Ovar-/Thekazellen
- Schilddrüsenperoxidase (TPO)
- Spermien (SPAK)
- Thyreoglobulin (TAK)
- TSH-Rezeptor (TRAK) etc.
Probenmaterial für (Auto-)Antikörper-Analysen
Applikation
Material
Lymphozytentypisierung
(Immunstatus)
- verschiedene Fragestellungen -
zusätzlich:
5 ml CPDA-1-Blut (Lagerung bei Raumtemperatur)
Bei Leukämie/Lymphom-Diagnostik bitte auch
Blutausstrich mitschicken
Kleines / Großes Blutbild
2,5 ml EDTA-Blut
Probenmaterial für Immunhämatologische Untersuchungen
Applikation
Material
Antipaternale Antikörper
Frau
Transplantation
5 ml Serum
2 x 5ml CPDA-1-Blut
Empfänger
Spender
Mann
Probenmaterial für Kreuzprobe (Crossmatch)
Applikation
PAPP-A
freies b-HCG
Material
Probeneingang am selben Tag - 24 Std. nach Abnahme:
2 x 1 ml Serum
Probeneingang später:
2 x 1 ml Serum (gefroren, Transport im Kühl-Akku)
Probenmaterial für Ersttrimester-Screening
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Probennahme
Abstammungsgutachten
Kennzeichnung des Probenmaterials:
Als Probenmaterial kann nur EDTA-Blut oder ein
Wangenschleimhautabstrich verwendet werden. Die
EDTA-Blutröhrchen bzw. die Stieltupfer sind in
Gegenwart der zu untersuchenden Person eindeutig
und unverwechselbar zu beschriften. Bitte kennzeichnen Sie alle Entnahmematerialien mit einem wasserfesten Filzstift mit dem Namen, Vornamen, Geburtsdatum, Abnahmetag und -ort. Bei Verwendung von
Schleimhautabstrichtupfern kennzeichnen Sie bitte
das Röhrchen und den Griffstopfen mit einer
Nummer von 1 bis 9, um eine Verwechslung der
Tupfer beim Trocknen auszuschließen. Bitte beachten:
Bitte fordern sie bei Bedarf kostenlos ein entsprechendes Abnahme-Set an.
Probenstabilität
Da DNA äußerst stabil ist, kann das Untersuchungsmaterial mehrere Tage bei Raumtemperatur gelagert
und verschickt werden. Der Transport ist nicht zeitkritisch.
- Es gelten die Richtlinien der GendiagnostikKommission (GEKO) für die Erstellung von
Abstammungsgutachten, nach denen alle
beteiligten Personen schriftlich ihr Einverständnis
erklären müssen. Die Probennahme hat durch
einen Arzt oder eine autorisierte Amtsperson zu
erfolgen.
- Nach den Richtlinien der zuständigen
Fachgesellschaften und unseres QM-Systems
müssen unbeschriftete Materialien verworfen
werden.
- Die Kontamination des Untersuchungsmaterials
mit dem Material anderer Personen ist unbedingt
zu vermeiden, da sonst bei der Mehrzahl der
molekulargentischen Untersuchungsverfahren
durch nachfolgende Amplifikationsschritte (PCR)
die Gefahr von Fehlinterpretationen besteht.
Allgemeine Hinweise
Ausgangsmaterial für Abstammungsgutachten ist
DNA, die aus kernhaltigen Zellen gewonnen wird.
Prinzipiell ist in allen kernhaltigen Zellen die komplette
genetische Information vorhanden und einer Analyse
von Mikrosatellitenmarkern durch molekulargenetische Methoden zugänglich. Für die Probennahme
müssen die Ratsuchenden nicht nüchtern sein.
Bitte beachten Sie folgende Hinweise bei der
Entnahme von Wangenschleimhautabstrichen:
- ca. 30 Minuten vor der Probenentnahme von
Schleimhautabstrichen sollte nicht mehr
geraucht, gegessen oder getrunken werden
- vor der Probenentnahme sollte die Mundhöhle
gründlich mit Wasser gespült werden
- erfolgt die Probenentnahme bei noch gestillten
Säuglingen mittels Schleimhauttupferabstrich, ist
darauf zu achten, dass der letzte Stillvorgang
mindestens 60 Minuten zurück liegt.
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Elektronische Befundübermittlung - KURDT
Elektronische Befundübermittlung KURDT
Als Einsender des MVZ Martinsried haben Sie die
Möglichkeit, am sicheren elektronischen Transfer von
Text- und Bild-Befunden mittels der prämierten
KURDT-Software teilzunehmen.
Die Software wurde in unserem Haus entwickelt, um
die Befundrückführungszeiten, die naturgemäß durch
Postversand oder Fahrdienstzustellung verzögert werden, weiter zu reduzieren und die Abholung bzw.
Übertragung von Befunden sofort nach der medizinischen Validierung zu ermöglichen. Darüber hinaus
haben Sie die Möglichkeit, auch von jedem anderen
PC mit Internet-Zugang die Befunde Ihrer Patienten
nach Passwort-geschütztem Login auf unserem hausinternen Sicherheits-Server abzufragen.
Flexibilität:
- Pfade für die heruntergeladenen Dateitypen (z.B.
PDF, LDT,...) jeweils einzeln und frei konfigurierbar
für Import in unterschiedliche Systeme.
- Dateinamen der heruntergeladenen Befunde an
Praxissysteme anpassbar.
- Datentransfer über HTTP- oder Socks4-/5-ProxyServer möglich (auch mit Authentifizierung).
Die Software KURDT erhielt beim EuroGentest
Laboratory Quality Award 2009 in Leuven (Belgien)
den 1. Preis.
Merkmale von KURDT
- Elektronische Befundabfrage sofort nach medizinischer Validierung.
- Schnelle, zuverlässige und verschlüsselte
Datenübertragung per Internet.
- In der Regel kein zusätzlicher Installationsaufwand
für Hard- und Software.
- Übertragung messwertbasierter Befunde im
standardisierten LDT-Format (Import bei den
meisten Praxis- und Laborsystemen direkt möglich).
- Übertragung nicht-messwertbasierter Textbefunde
im PDF-Format (sofern vom Praxis- oder
Laborsystem unterstützt, können Befunde auch
direkt in die Patientenakte importiert werden.
Für CompuMed M1 kann auf Wunsch
kostenfrei ein entsprechendes Modul für die
Installation zur Verfügung gestellt werden.
Installation von KURDT
- Einfache Installation und Einrichtung auch ohne
EDV-Kenntnisse.
- Benutzerfreundliche Oberfläche für einfache
Bedienung.
- Manuelle Abholung der Daten auf Knopfdruck.
- Zeitgesteuerte, automatische Übertragung durch
einen individuell konfigurierbaren Taskplaner.
- Automatische Aktualisierung bei neuen Versionen
Sicherheit
- Stark verschlüsselte Übertragung mittels SSL
(Secure Socket Layer).
- Automatische Überprüfung auf Übertragungsfehler.
- Speicherung der Daten ausschließlich im lokalen
Rechenzentrum in unserem Haus.
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Elektronische Befundübermittlung - KURDT
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abrechnung_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:42 Seite 33
Abrechnung
Abrechnung
Gesetzlich Versicherte (B€GO, Kapitel 11 und 32)
Die allgemeine Labordiagnostik unterliegt der
Budgetierung. Allerdings können in Einzelfällen
Untersuchungen von der Budgetierung ausgenommen werden, sofern eine Kennzíffer auf dem Ü-Schein
angegeben wird, z.B.:
32010 (genetisch bedingte Erkrankungen oder V.a. auf
diese Erkrankungen, sofern molekulargenetische oder
molekularpathologische Untersuchungen nach den
Ziffern 11310 bis 11312 und 11320, 11321 und 11322
sowie aus dem Kapitel 11.4 durchgeführt werden).
32011 (therapiepflichtige hämolytische Anämie,
Diagnostik und Therapie der hereditären
Thrombophilie, des Antiphospholipidsyndroms oder
der Hämophilie nach den Ziffern 32860-32863).
32013 (Diagnostik und Therapie der Fertilitätsstörung).
Kennziffern zur Budgetbefreiung der Laborleistungen
des Kapitels 32 im EBM 2009 finden Sie auf den folgenden Seiten.
Auf unserer Homepage www.medizinische-genetik.de
können Sie eine ausführliche Auflistung als pdf herunterladen.
Privat Versicherte (GOÄ Kapitel M und N)
Es genügt ein formloser Untersuchungsauftrag, z.B.
ein Formular unseres Labors, welches Sie bei uns
anfordern oder sich aus dem Internet (www.medizinische-genetik.de) herunterladen können. Bei privaten
Untersuchungsaufträgen mit einer Rechnungssumme
> 1.000,- Euro empfehlen wir im Vorfeld die Einholung
einer Kostenübernahmeerklärung durch die private
Krankenversicherung, um Verzögerungen bei Rückerstattung des Ärztlichen Honorars zu vermeiden.
Entsprechend eines Urteils des Landgerichts Münster
(Az 11 S 7/04) stellt allein die Klärung der Vererblichkeit eine rechtfertigende medizinische Indikation dar,
womit die Untersuchung als medizinisch notwendig
einzuordnen ist.
Für weitere Fragen stehen wir Ihnen gerne unter
[email protected] zur Verfügung
Hinweis:
Alle in der Diagnostikliste des Berufsverbands
Deutscher Humangenetiker (BVDH, www.hgqn.de)
oder des europäischen Netzwerkes Orphanet
(www.orphanet.net) aufgeführten Untersuchungen
sind - bei rechtfertigender Indikation - grundsätzlich
Bestandteil der Regelversorgung.
Abstammungs- und Vaterschaftsanalysen
sind keine Kassenleistungen und umsatzsteuerpflichtig. Hier gilt die Unterschrift des Ratsuchenden auf
dem Probennahmeprotokoll als Auftrag. Entsprechend einer Richtlinie der Bundesärztekammer
vom März 2002 und dem GenDG von 2010 ist zur
Durchführung einer Vaterschafts- oder Abstammungsanalyse das Einverständnis aller zu untersuchenden
Personen (bei Minderjährigen der/des Sorgeberechtigten) einzuholen. Die Probennahme hat
durch einen Arzt zu erfolgen und muss entsprechend
dokumentiert sein. Bitte verwenden Sie nur die von
uns vorgesehenen Formulare, die Sie jederzeit telefonisch anfordern oder über unsere Webseite herunterladen können.
Am 01.02.2010 ist in Deutschland das Gesetz über
genetische Untersuchungen bei Menschen (Gendiagnostikgesetz - GenDG) in Kraft getreten, welches
die Durchführung heimlicher Abstammungsanalysen verbietet. Nach § 17 Abs. 1 GenDG ist sowohl
die Aufklärung gemäß § 9 als auch die Einwilligung
gemäß § 8 GenDG bei der Durchführung von genetischen Untersuchungen zur Klärung der Abstammung
erforderlich.
Abrechnung von Array-CGH
Voraussetzung für die Berechnungsfähigkeit der
Gebührenordnungsposition 11500 ist die Erfüllung
eines der folgenden Kriterien:
- Es liegt eine isolierte Intelligenzminderung bei
einem Kind über 3 Jahre, die einem IQ kleiner
70 entspricht, - dokumentiert im Rahmen einer
neuropädiatrischen und/oder entwicklungsneurologischen Vordiagnostik klinisch und/oder
mit standardisierten Testverfahren.
- Es liegt eine geistige Behinderung in Kombination
mit dysmorphologischen Merkmalen mit
Beteiligung von zwei oder mehr Systemen vor.
- Es liegt eine tiefgreifende Entwicklungsstörung
des Autismus-Formenkreises oder eine
Fehlbildung und schwere Funktionsstörung des
Gehirns, die nicht einer bekannten Ursache
zuzuordnen ist, vor.
- Postnatal liegen multiple angeborene
Fehlbildungen vor.
- Postnatal liegen multiple dysmorphologische
Merkmale vor, die zytogenetisch nicht erfassbare
chromosomale Aberrationen als Ursache
implizieren.
Indikationen, die nicht in eine der obigen Kategorien
fallen, z.B. die Abklärung des Trägerstatus bei Eltern
oder Microarray-Analysen im Rahmen einer Pränataldiagnostik stellen derzeit keine Regelleistung dar.
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34
z.B.: Analyse des FMR1-Gens
Überweisungsschein Muster 10 (Überweisungsschein für Laboratoriumsuntersuchungen):
Abrechnung
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Abrechnung
Ausnahmekennziffern
.
Ziffer /
EBM 2009
32005
32006
32007
32008
32009
32010
32011
32012
32013
32014
32015
32016
32017
32018
32019
32020
32021
32022
32023
Indikationsbezogene Budgetausnahmen
Antivirale Therapie der chronischen Hepatitis B oder C mit Interferon und/oder Nukleosidanaloga
Erkrankungen oder Verdacht auf Erkrankungen, bei denen eine gesetzliche Meldepflicht besteht, sofern in
diesen Krankheitsfällen mikrobiologische, virologische oder infektionsimmunologische Untersuchungen
durchgeführt werden oder Krankheitsfälle mit meldepflichtigem Nachweis eines Krankheitserregers
Vorsorgeuntersuchung gemäß Mutterschafts-Richtlinien der BÄK, soweit die Leistungen nach Kapitel 32
abzurechnen sind oder prä- bzw. perinatale Infektionen
Anfallsleiden unter antiepileptischer Therapie oder Psychosen unter Clozapintherapie
Allergische Erkrankungen bei Kindern bis zum vollendeten 6. Lebensjahr
Genetisch bedingte Erkrankungen od. Verdacht auf diese Erkrankungen, sofern molekulargenetische oder
molekularpathologische Untersuchungen nach den Nummern 11310 bis 11312, 11320 bis 11322
durchgeführt werden
Therapiepflichtige hämolytische Anämie, Diagnostik und Therapie der hereditären Thrombophilie, des
Antiphospholipidsyndroms oder der Hämophilie
Tumorerkrankungen unter parenteraler tumorspezifischer Behandlung oder progrediente Malignome unter
Palliativbehandlung
Diagnostik und Therapie von Fertilitätsstörungen, soweit die Laborleistungen nicht Bestandteil der Leistungen
nach den Nummern 08530 bis 08561 sind
Substitutionsgestützte Behandlung Opiatabhängiger gemäß den Richtlinien des Bundesausschusses der Ärzte
und Krankenkassen
Orale Antikoagulantientherapie
Präoperative Labordiagnostik vor ambulanten oder belegärztlichen Eingriffen in Narkose oder in
rückenmarksnaher Regionalanästhesie
Manifeste angeborene Stoffwechsel- und/oder endokrinologische Erkrankung(en) bei Kindern und Jugendlichen
bis zum vollendeten 18. Lebenjahr oder Mukoviszidose
Chronische Niereninsuffizienz mit einer endogenen Kreatinin-Clearance < 25 ml/min
Erkrankungen unter systemischer Zytostatika-Therapie und/oder Strahlentherapie
HLA-Diagnostik vor und/oder Nachsorge unter immunsuppressiver Therapie nach allogener Transplantation
eines Organs oder hämatopoetischer Stammzellen
Therapiebedürftige HIV-Infektion
Manifester Diabetes mellitus
Rheumatoide Arthritis (PCP) einschließlich Sonderformen und Kollagenosen unter immunsuppressiver oder
immunmodulierender Langzeit-Basistherapie
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Abrechnung
Untersuchungen nach Kapitel 11.4.2
(Indikationsbezogene molekulargenetische
Stufendiagnostik)
Auftragshinweise
Das Kapitel 11.4.2 umfasst derzeit folgende monogene Erkrankungen:
ICD-10
OMIM-P Erkrankung
Gen
300624
FMR1
E84.9
219700
Cystische Fibrose
G71.0
310200
300376
Muskeldystrophie Duchenne
Muskeldystrophie Becker
G71.1
160900
Myotone Dystrophie Typ 1 (Curschmann-Steinert-Syndrom)
D66
306700
C18.9
Q99.2
G10
G71.1
G12.9
H91.9
C50.9
Fragiles X (Martin-Bell)-Syndrom
OMIM-Gen
CFTR
602421
DMD
300377
309550
Chorea Huntington
HTT
613004
Myotone Dystrophie 2 (DM2, PROMM)
ZNF9
116955
Muskelatrophie, spinale Typ I – III (IV)
SMN1
600354
120435
614350
614337
609310
Lynch-Syndrom (hereditäres non-polypöses kolorektales Karzinom, HNPCC)
220290
Sensorineurale Schwerhörigkeit Typ1
MSH2
MSH6
PMS2
MLH1
609309
600678
600259
120436
114480
Hereditäres Mamma- und Ovarialkarzinom (HBOC)
BRCA1
BRCA2
113705
600185
143100
602668
253300
253550
253400
217150
Hämophilie A
DMPK
F8
GJB2
GJB6
605377
300841
121011
604418
Gemäß
der
Qualitätssicherungsvereinbarung
Molekulargenetik (QSV) nach §135 Abs. 2 SGB V sind
bei den Untersuchungen nach Kapitel 11.4.2 folgende
Angaben erforderlich:
- Art der Untersuchung:
- diagnostisch (untersuchte Person betroffen)
- prädiktiv (gesunde Risikoperson)
Untersuchung auf Anlageträgerschaft
- vorgeburtlich
- Verdachtsdiagnose/Erkrankung;
- klinische und anamnestische Angaben;
- gibt es molekulargenetische Voruntersuchungen
des Patienten in Bezug auf die aktuelle
Indikationsstellung, ggf. Vorbefunde;
- ist ein Index-Patient in der Familie bekannt, wenn
ja, molekulargenetische Vorbefunde (Erkrankung,
Gen, Mutation), Verwandtschaftsgrad zur
untersuchten Person;
- EWE gemäß GenDG;
- Untersuchungsmaterial (z.B. EDTA-Blut, DNA),
Entnahmedatum.
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Methoden
Bead Array-SSO
Die molekulargenetische HLA-Bestimmung mit der
Luminex-Technologie ist ein SSO-Verfahren (Sequence
Specific Oligonucleotide), bei dem HLA-spezifische
Sonden an Mikrokügelchen (Beads) gekoppelt sind.
Die Bindung der HLA-PCR-Produkte an diese Sonden
erfolgt nur bei vollständiger Übereinstimmung zur
Sondensequenz. Die Beads einer Population tragen
dabei jeweils nur eine spezifische Sonde. In einem
Ansatz können bis zu 100 verschiedene Beadpopulationen und damit sequenzspezifische Sonden
eingesetzt werden. Die Populationen werden durch
verschiedene Konzentrationen zweier Fluoreszenzfarbstoffe im Luminex-Durchflusszytometer quantifiziert. Ein Laser vermisst zuerst die Bead-spezifische
Oberflächenfluoreszenz, wodurch die Sortierung der
Populationen erfolgt. Ein zweiter Laser dient zur
Messung der zusätzlichen Fluoreszenz, die durch das
an die Sonde gebundene, fluoreszenzmarkierte HLAPCR-Produkt entsteht. Das HLA-Ergebnis setzt sich aus
den positiven und negativen Reaktionen der PCRProdukte mit den Sonden zusammen.
Cell Free DNA (cfDNA) Analyses
DNA ist hauptsächlich im Kern von Zellen lokalisiert,
wo sie in linearer Form in Proteinkomplexen vorliegt.
Für die Analyse dieser DNA ist ein Zellaufschluss mit
anschließender DNA-Aufreinigung notwendig. Im
Blutkreislauf eines jeden Menschen findet sich jedoch
auch DNA, die nicht in Zellkernen verpackt vorliegt,
sondern in zellfreier Form vorhanden ist. Diese zellfreie DNA (engl. cell free DNA; cfDNA) kann durch eine
einfache Blutplasmaextraktion ohne Zelllyse gewonnen werden.
cfDNA im Blut stammt aus dem ubiquitär stattfindenden programmierten Zelltod (Apoptose) im menschlichen Körper, durch den genomische DNA zuerst fragmentiert und später sekretiert wird. Neben Fettzellen
(Adipozyten) durchlaufen auch fetale Trophektodermzellen, eventuell vorhandene Tumorzellen und
Transplantatzellen die Apoptose und sind somit in der
cfDNA repräsentiert. Diese Fraktion der „Fremd“cfDNA kann trotz ihres geringen Anteils im Blut auf
fetale Aneuploidie, krebsspezifische Mutationen und
Graft-versus-Host-Disease (GvHD) analysiert werden.
gewährleistet, die im Rahmen der cfDNA-Analyse eine
absolute Quantifizierung erlaubt. Eine Unterscheidung zwischen mütterlicher und fetaler cfDNA ist
damit möglich. Sie dient zum Nachweis von
Punktmutationen, Kopienzahlvariationen (CNV),
Heterozygotie-Verlust und Aneuploidie.
Shotgun-Sequencing
Wie die Digital-PCR eignet sich die ShotgunSequenzierung auch zum Nachweis von Punktmutationen, Kopienzahlvariationen (CNV), Heterozygotie-Verlust und Aneuploidie. Die GesamtgenomSequenzierung eines fetalen Genoms ist ebenso
möglich.
Massenspektrometrie
Mittels MALDI-TOF MS können Punktmutationen in
cfDNA sequenziert werden. Dazu hybridisiert ein
Oligonukleotid direkt vor der Punktmutation und wird
um ein einzelnes Nukleotid verlängert (sog.
Einzelnukleotid-Sequenzierung). Durch die Detektion
von Massenunterschieden können homozygote und
heterozygote Basenpaarpositionen unterschieden
werden.
Blutgefäß mit zellfreier DNA (cfDNA)
Folgende Methoden werden derzeit dazu verwendet:
Real-time PCR
Nachweis von Punktmutationen durch Allel-spezifische
Sonden, speziell bei Genen auf dem Y-Chromosom
und Nachweis von Duplikationen/Deletionen durch
relative Quantifizierung.
Digital-PCR
Diese PCR-Form bedient sich der Mikrofluidik, die eine
limitierende Verdünnung des Ausgangsmaterials
erzeugt. Dadurch wird eine sehr hohe Sensitivität
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Methoden
Klassische Chromosomenanalyse
Postnataldiagnostik
Die klassische Chromosomenanalyse im Rahmen der
Postnataldiagnostik gehört zu den wichtigsten genetischen Basisuntersuchungen und umfasst die Untersuchung von kultivierten, peripheren Blutlymphozyten und Abortgewebe. Bei folgenden Indikationen
ist eine Chromosomenanalyse ggf. im Rahmen einer
genetischen Beratung sinnvoll:
- Neugeborene mit angeborenen Fehlbildungen
- V. a. chromosomales Syndrom (z.B. Down-, Cri-duChat-, Prader-Willi-Syndrom)
- Neugeborene mit Hypospadie oder intersexuellem
Genitale
- Kinder mit Entwicklungsretardierung und/oder
Verhaltensauffälligkeiten und/oder Fehlbildungen
- Männer mit kleinen Testes und/oder Gynäkomastie
- Verwandte von Personen mit strukturellen
Chromosomenanomalien
Reproduktionsgenetik (Kinderwunschpaare)
- Paare mit unerfülltem Kinderwunsch vor
Durchführung einer IVF oder ICSI
- Paare mit zwei oder mehr Spontanaborten oder
Totgeburten
- Verwandte von Personen mit strukturellen
Chromosomenanomalien
- Frauen mit primärer bzw. sekundärer Amenorrhoe
oder prämaturer Menopause
- Männer mit Azoo- oder Oligozoospermie
- Männer mit kleinen Testes und/oder Gynäkomastie
Standard-Untersuchungsmaterial sind 2-5 ml Natriumoder Lithium- heparinisiertes Vollblut, die Befundung
erfolgt innerhalb von 2-3 Wochen, in dringenden
Fällen innerhalb 1 Woche. Die Untersuchung von
Abortgewebe dient vor allem der Abklärung der
Abortursache und der Risikoeinschätzung für nachfolgende Schwangerschaften. Neben dem Plazentagewebe sollten auch fetales Gewebe wie z.B. Haut,
Nabelschnur oder Fascia lata in steriler physiologischer Kochsalzlösung eingesendet werden. Die Auswertung aller Zellkulturen erfolgt nach Erstellung und
Anfärbung von Chromosomenpräparaten. Hierzu reichert man zunächst Zellen, die sich in der Zellteilung befinden, durch Zugabe des Spindelfasergiftes
Colchizin an. Anschließend unterzieht man die Zellen
einer bestimmten Behandlung (hypotoner Schock,
Fixierung) und tropft die Zellsuspension auf Objektträger auf. Nach Färbung der Präparate (GTGFärbung) erfolgt die Auswertung am Mikroskop sowie
mittels digitaler Image-Verfahren am ComputerMonitor.
GTG-Bandenfärbung, normaler männlicher Karyotyp
(46,XY)
Chromosomale Aberrationen sind für 0,5-1% aller
angeborenen Fehlbildungen verantwortlich. Generell
versteht man unter Chromosomenaberrationen
Veränderungen, die unter dem Lichtmikroskop sichtbar sind. Sie betreffen entweder die Zahl der
Chromosomen (numerische) oder ihre Struktur (strukturelle Chromosomenaberrationen). Findet man eine
Chromosomenaberration in allen Körperzellen, so
spricht man von einer konstitutionellen Störung, sind
nur bestimmte Körperzellen betroffen, von einer
somatischen Störung.
Numerische Aberrationen der Autosomen (Chromosomen 1-22) sind für etwa 0,5 - 1% aller Fehlbildungen
verantwortlich und werden mit einer Inzidenz von ca.
1:700 Neugeborenen gefunden.
Symptom/Störung
Fehlgeburten/Totgeburten
Fehlgeburten 5.-11. SSW
Fehlgeburten 12.-24. SSW
Fehlgeburten > 24. SSW
Angeborene komplexe Fehlbildungen
Angeborene Herzfehler
Mentale Retardierung
IQ < 20
IQ 20-49
IQ 50-69
Infertilität
Relative Häufigkeit
Gesamt ca. 30%
50%
25%
5%
4-8%
13%
3-10%
12-35%
3%
2%
Azoospermie
15%
Primäre Ovarialinsuffizienz
(inkl. Stranggonaden)
65%
Echter Hermaphroditismus
Paare mit habituellen Aborten
25%
2-5%
Relative Häufigkeit von Symptomen oder Störungen, die im
Zusammenhang mit chromosomalen Anomalien auftreten
können (mod. n. Hook 1992).
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Methoden
Karyotyp
Freie Trisomie
Translokation
Mosaik
Inzidenz
Symptome
Trisomie 21
(Down-Syndrom)
47,+21
92 %
Trisomie 18
(Edwards-Syndrom)
Häufigkeit
47,+18
80 %
Trisomie 13
(Pätau-Syndrom)
Häufigkeit
47,+13
75 %
Häufigkeit
5%
10 %
20 %
1:650
1:3.000 (w:m = 4:1)
1 - 2:10.000 (w:m = 4:3)
3%
10 %
1) Mentale Retardierung
2) Faziale Dysmorphien (z.B.
Makroglossie, schräge Lidachsen,
Ohrmuscheldysplasie, Epicanthus,
Vierfingerfurche)
3) Organfehlbildungen (Herzfehler)
1) Starke psychomotorische
Retardierung
2) Faziale Dysmorphien
(z.B. Mikrozephalie,
Ohrmuscheldysplasie)
3) Organfehlbildungen (z.B.
Herzfehler, Hufeisenniere,
Kontrakturen)
5%
1) Starke psychomotorische
Retardierung
2) Faziale Dysmorphien (z.B.
Mikrozephalie, Kolobome, LKGSpalte, Ohrmuscheldysplasie)
3) Organfehlbildungen (z.B.
Herzfehler, Omphalozele,
Hexadaktylie, Nierenzysten)
Überblick über die 3 häufigsten autosomalen Trisomien.
Karyotyp
Häufigkeit
Phänotyp
Prognose/
Therapie
Ullrich-Turner-Syndrom
Triplo-X-Syndrom
Klinefelter-Syndrom
1:2.500 weibliche
Neugeborene
1:100 Konzeptionen
1:1.000 weibliche
Neugeborene
1:1.000 - 1:500 männliche 1:1.000 männliche
Neugeborene
Neugeborene
45,X
55% 45,X;
45% Mosaike und
Strukturanomalien
Minderwuchs, primäre
Amenorrhoe,
Stranggonaden,
IQ normal
47,XXX
98% 47,XXX;
2% Mosaike
47,XXY
80% 47,XXY;
20% andere X-Polysomien
oder Mosaike
Sehr variabel
(2/3 der Fälle ohne klaren
Phänotyp),
z.T. Großwuchs,
z.T. IQ unterer
Normbereich - subnormal
Substitution von Östrogen In der Regel keine spezifiund Wachstumshormon,
sche Therapie indiziert
bei 45,X/46,XY-Mosaik prophylaktisch Gonadektomie
(Entartungsrisiko)
Diplo-Y-Syndrom
47,XYY
Hauptsächlich reine
47,XYY; daneben X- und
Y-Polysomien
Hochwuchs, Gynäkomastie, Hypogonadismus,
Azoospermie, IQ ca. 10
Punkte unter Familiendurchschnitt
Hochwuchs, normale
Fertilität, IQ normal bis
leicht subnormal, evtl.
emotionale Störungen
Entwicklungsförderung im
Kindesalter, Substitution
von Testosteron
Psychologisch-pädagogische Betreuung bei
Lernschwierigkeiten und
zur Vorbeugung von
Verhaltensstörungen
Überblick über die häufigsten gonosomalen Chromosomenstörungen.
Karyogramm mit Trisomie 21 (Down-Syndrom), Karyotyp
47,XY,+21
Strukturelle Chromosomenaberrationen entstehen
durch einen oder mehrere Brüche und eine dadurch
bedingten Neuorganisation entweder innerhalb eines
Chromosoms (intrachromosomal) oder zwischen
mehreren Chromosomen (interchromosomal). Der
Chromosomensatz, der durch die Neuorganisation
entsteht, kann balanciert (ohne Verlust und/oder
Zugewinn von chromosomalem Material) oder unbalanciert (mit Verlust und/oder Zugewinn) sein.
Während balancierte Chromosomensätze in den meisten Fällen ohne klinische Symptomatik einhergehen,
führen unbalancierte Rearrangements in der Regel
zum Bild eines chromosomalen Syndroms mit der
klassischen Symptomentrias: psychomotorische
Retardierung, kraniofaziale Dysmorphiezeichen und
Fehlbildungen innerer Organe. Die phänotypische
Ausprägung und der Schweregrad sind hierbei sehr
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Methoden
variabel und können in der Regel nicht prognostiziert
werden.
Die wichtigsten strukturellen Aberrationen sind:
Reziproke Translokation: Hierbei handelt es sich um
je ein Bruchereignis in 2 Chromosomen mit gegenseitigem Austausch der azentrischen Fragmente. In der
Meiose können je nach Auftrennung der Chromosomen Gameten mit unbalancierten Chromosomensätzen entstehen, wodurch ein Risiko für klinisch auffällige Nachkommen besteht. Die Häufigkeit bei
Neugeborenen beträgt ca. 1:700 (500-1.000).
Robertsonsche Translokation: Bedingt durch je einen
Bruch in 2 akrozentrischen Chromosomen (13, 14, 15,
21 und 22) im Bereich der Zentromerregion verschmelzen die beiden zentrischen Fragmente miteinander, wobei in diesen Fällen kompensierbare, azentrische p-Arm-Fragmente verloren gehen, deren
Verlust nach heutigem Kenntnisstand keine klinischen
Auswirkungen hat. Je nach Verteilung der Chromosomen in der Meiose können Gameten mit unbalancierten Chromosomensätzen entstehen. Die wichtigste Robertsonsche Translokation ist die Translokation
14; 21, aus der die Translokationstrisomie 21 („erbliches“ Down-Syndrom) entstehen kann. Die Häufigkeit
einer Robertsonschen Translokation bei Neugeborenen
liegt bei ca. 1:1000.
Karyogramm mit Robertsonscher Translokation zwischen
den Chromosomen 13 und 14; Karyotyp: 45,XY,der
(13;14)(q10;q10)
Deletion: Verlust eines Chromosomensegments, entweder am Ende (terminale Deletion) oder innerhalb
eines Chromosoms (interstitielle Deletion). Die
bekanntesten Deletionssyndrome sind das Cri-duChat- (Deletion 5p-) und das Wolf-HirschhornSyndrom (Deletion 4p-). Die Häufigkeit von
Deletionen liegt bei ca. 0,9:10.000 Neugeborene
40
Inversion: Eine Inversion entsteht durch zwei Brüche
in einem Chromosom mit einer 180°- Drehung des
Segmentes zwischen den Bruchstellen. Liegt das
Zentromer innerhalb dieses Segments, spricht man
von einer perizentrischen Inversion, im anderen Fall
von einer parazentrischen Inversion. Bedingt durch
Rekombinationsereignisse während der Meiose können im Falle der perizentrischen Inversion Gameten
mit unbalancierten Chromosomensätzen entstehen.
Häufigkeit bei Neugeborenen: ca. 1,3:10.000.
Insertion: Hierbei handelt es sich um den Einbau eines
Chromosomensegmentes an eine andere Stelle des
Genoms.
Duplikation: Verdopplung eines Chromosomenabschnittes.
Ringchromosom: Ringchromosomen entstehen durch
Verlust der Chromosomenenden und Fusion der beiden Bruchstellen.
Markerchromosom: Hierbei handelt es sich um ein
zusätzliches, strukturell verändertes Chromosom,
dessen Herkunft in den meisten Fällen nur mit
Spezialmethoden (M-FISH oder Array-CGH) aufgeklärt
werden kann. Neu entstandene Markerchromosomen, deren chromosomale Herkunft nicht geklärt
ist, stellen vor allem für die Pränataldiagnostik ein
großes Problem dar, da nur sehr vage Aussagen
bezüglich einer eventuellen klinischen Symptomatik
gemacht werden können. Häufigkeit bei
Neugeborenen (inkl. Mosaike) ca. 3:10.000.
Karyogramm
47,XY,+mar)
mit
Markerchromosom
(Karyotyp:
Pränataldiagnostik
Die wichtigsten pränataldiagnostischen Methoden
umfassen
die
Chromosomenanalyse
aus
Chorionzotten, Amnionzellen und Nabelschnurblut
(Cordozentese). Die eingesetzte Methode richtet sich
nach der jeweiligen Fragestellung.
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Methoden
Eine Chorionzottenbiopsie (CVS) kann bereits ab der
10. Schwangerschaftswoche (SSW) durchgeführt werden. Hierbei werden meist transabdominal unter
Ultraschallkontrolle 10-30 mg Chorionzottengewebe
entnommen. Aus diesem Gewebe werden eine
Direktpräparation (Ergebnis spätestens am darauffolgenden Tag) oder eine Kurz- (Ergebnis nach 1 Tag)
sowie eine Langzeitkultur (1-2 Wochen) angefertigt.
Das Abortrisiko nach CVS liegt in erfahrenen Zentren
bei 0,5-1%. Die Amniozentese (AC) erfolgt als
Frühamniozentese in der 13.-15. Schwangerschaftswoche (SSW) und als klassische AC in der 15.-17. SSW.
Unter Ultraschallkontrolle werden transabdominal
mit einer feinen Nadel 10-20 ml Fruchtwasser entnommen. Aus den Fruchtwasserzellen werden mehrere Langzeitkulturen angelegt, deren Auswertungsergebnis nach etwa 2 Wochen vorliegt. Das
Abortrisiko liegt zwischen 0,3 und 0,5%, bei der FrühAC etwas höher. Die Cordozentese kann erst ab der
20. SSW durchgeführt werden, das Ergebnis liegt
innerhalb einer Woche vor. Das Abortrisiko bei der
Cordozentese wird mit 0,5-1% angegeben.
Tumorzytogenetik
Da neoplastische Zellen häufig durch spezifische,
chromosomale Aberrationen gekennzeichnet sind, ist
die Chromosomenanalyse in der Leukämie- und
Lymphomdiagnostik trotz vieler neuer labordiagnostischer Verfahren immer noch als Goldstandard anzusehen. Der Nachweis grobstruktureller Veränderungen
spielt sowohl für die Erstdiagnose als auch für den
weiteren Verlauf der Erkrankung und die WHOKlassifikation eine wichtige Rolle. Häufig stellt der
Karyotyp der Leukämiezellen einen unabhängigen
prognostischen Parameter dar (z.B. AML, MDS).
G-Banden-Färbung: Weibliches Karyogramm mit
Philadelphia-Translokation t(9;22)(q34;11.2). Die derivativen Chromosomen 9 und 22 sind durch Pfeile markiert.
Definierte Chromosomenaberrationen sind jedoch nicht
immer pathognomonisch für eine bestimmte Erkrankung,
wie dies für die t(9;22) bzw. BCR-ABL-Translokation bei
CML zutrifft.
Weibliches Karyogramm mit einer Deletion 5q im Bereich
q13 bis q33 bei MDS.
Männliches Karyogramm mit inv(3)(q21q26) [s. Pfeil] bei
AML.
Trotz erheblicher Überlappungsphänomene der zytogenetischen Veränderungen gibt es z.B. zwischen
MDS und AML substantielle strukturelle Unterschiede:
Während ein Großteil der Patienten mit de-novo-AML
balancierte Anomalien aufweist [z.B. inv(16) oder
t(15;17)], sind bei MDS häufig Verluste genetischer
Information in Form von partiellen oder kompletten
Monosomien (z.B. -5/5q-, -7/7q-, -20/20q-) zu beobachten. Anomalien der Chromosomen 5, 7 und 8
(Trisomie 8) machen zusammen bis zu 70% aller
Karyotypveränderungen bei MDS aus. Im Hinblick auf
die Prognose sollte differenziert werden, ob die jeweiligen Anomalien isoliert bzw. mit einer Zusatzanomalie
oder als Bestandteil komplexer Anomalien (d.h. mit
einer Akkumulation von 3 oder mehr unterschiedlichen klonalen Chromosomenveränderungen) auftreten. Die Ausbildung komplexer Anomalien, die mit
einer deutlich schlechteren Prognose assoziiert sind,
ist vermutlich mit der MDS-inhärenten genetischen
Instabilität zu erklären. Es ist davon auszugehen, dass
es sich hierbei - im Gegensatz zu den isolierten
Veränderungen - um Multigenerkrankungen handelt.
Sollte eine Chromosomenanalyse fehlschlagen, kann
auf die chromosomale Microarray-Analyse zurückgegriffen werden, da hier auf DNA-Ebene ein genomweiter Vergleich von Patienten- mit einer Referenz-DNA
erfolgt und so kleinere Amplifikationen und
Deletionen detektiert werden können. Balancierte
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Methoden
Veränderungen sowie geringgradige Mosaike lassen
sich jedoch mit dieser Methode nicht nachweisen.
Literatur
Rost et al, J Lab Med 31:171 (2007) / Hook EB: 351, in: Brock
DJH et al: Prenatal Diagnosis and Screening. Edinburgh, 1992
/ McKinlay Gardner RM et al: Chromosome Abnormalities and
Genetic Counseling, 4th Ed., Oxford 2012 / Cooper GM et al,
Nature Genet 43(9):838 (2011)
DNA-Sequenzanalyse nach Sanger
Die Suche und der Nachweis unbekannter Mutationen
erfordern im Gegensatz zur zielgerichteten Diagnostik
aufwändigere Verfahren, die von der Größe der zu
untersuchenden Gene abhängen. Auch mit der
Einführung neuer Sequenziertechnologien (Next
Generation Sequencing/NGS) ist die direkte DNASequenzanalyse der einzelnen codierenden Abschnitte
(Exons) eines definierten Gens sowie deren angrenzende Regionen nach Amplifikation durch PCR noch
der Goldstandard. 1977, etwa 35 Jahre nach der
Entschlüsselung der Struktur der DNA, wurden parallel zwei Technologien entwickelt, durch die die
Abfolge der DNA-Bausteine aufgeklärt werden konnte: Frederick Sanger entwickelte eine Methode, durch
die neue DNA enzymatisch erzeugt wird, welche
anschließend analysiert werden kann (KettenabbruchSynthese). Die Sequenzierung nach Maxam und
Gilbert dagegen erfolgt mittels eines chemischen
Abbaus der DNA. Bei der Didesoxy-Methode der
Sequenzierung (Kettenabbruch-Synthese) wird neben
der DNA-Polymerase und dem Nukleotid-Mix zusätzlich fluoreszenzmarkierte Stoppnukleotide (DideoxyNukleotide) eingesetzt, bei deren Einbau es zu einem
Abbruch der Reaktion an dieser Stelle kommt.
Hierdurch entstehen fluoreszenzmarkierte Kettenabbruchprodukte unterschiedlicher Länge, die sich in
einem Polyacrylamid-Gel der Größe nach auftrennen
und mittels Laserlichtanregung darstellen lassen. Für
dieses Verfahren wurde Frederick Sanger 1980 mit
seinem 2. Nobelpreis für Chemie ausgezeichnet.
Editierte Rohdaten einer DNA-Sequenzanalyse. Jeder der
vier farbigen Peaks steht für ein Nukleotid der DNA: A
(Adenin), C (Cytosin), G (Guanin), T (Thymin). Durch einen
heterozygoten Nukleotidaustausch von Cytosin nach
Adenin in der DNA wird auf Aminosäureebene Leucin (L)
durch Methionin (M) ersetzt.
Durch die richtige Mischung von Nukleotid-Mix und
Stoppnukleotiden wird erreicht, dass die Reaktion
42
„zufällig“ zum Stehen kommt und letztlich alle theoretisch möglichen Sequenzfragmente dargestellt werden. Da die Stoppnukleotide mit 4 unterschiedlichen
Fluoreszenzfarbstoffen markiert sind, kann man bei
der Auswertung die einzelnen Basen unterscheiden
und die Abfolge anhand der Größe der Fragmente
bestimmen. Das Auslesen der Rohdaten erfolgt mit
Hilfe einer speziellen Software, die Feinauswertung
(Editierung) durch einen erfahrenen Mitarbeiter am
Computermonitor. Die DNA-Sequenzanalyse wird in
der Routine zur Mutationssuche und zum Nachweis
bekannter Mutationen bei monogenen Erkrankungen
eingesetzt. In der Routinediagnostik kommen mehrkanalige (16/48/96) Kapillarelektrophoresegeräte
zum Einsatz.
Zu den wichtigsten Vorteilen der direkten DNASequzenzanalyse gegenüber Screening-Verfahren
gehören die Vergleichbarkeit der Daten, die auf einer
weitgehend standardisierten Methode beruhen, die
Robustheit und Reproduzierbarkeit der Methode, die
Sicherstellung der Qualität durch internationale
Ringversuche und die vergleichsweise einfache
Durchführbarkeit ohne aufwändige Optimierungsschritte.
Durchflusszytometrie (FACS)
Die Durchflusszytometrie (FACS = Fluorescence
Activated Cell Sorting) ermöglicht das Zählen und die
Analyse von physikalischen und molekularen Eigenschaften von Partikeln (Zellen, Kunststoffkügelchen
usw.) in einem Flüssigkeitsstrom. Eine Hauptanwendung besteht darin, mit Hilfe von Fluoreszenzfarbstoff-markierten Proben (Antikörper, Rezeptoren,
Streptavidin usw.) bestimmte Eigenschaften von
Zellen oder Zellpopulationen auf der Ebene der einzelnen Zelle nachzuweisen. Die FACS-Analyse ist daher
ein Verfahren zur quantitativen Bestimmung von
Oberflächenmolekülen und intrazellulären Proteinen.
Grundlage ist die Antigen-Antikörper-Reaktion, die
mit fluoreszenzfarbstoffmarkierten Antikörpern
durchgeführt wird. Zur Analyse werden die Zellen
durch hydrodynamische Fokussierung wie an einer
Perlenkette an einem gebündelten Laserstrahl geeigneter Wellenlänge vorbeigeleitet. Bei exakter
Anregung der Elektronen des Fluoreszenzfarbstoffes
durch den monochromatischen Laserstrahl werden
diese auf ein höheres Energieniveau gehoben. Nach
dem Laserpuls fallen die Elektronen unter Abgabe von
Energie (in Form von Photonen) auf ihr
Ursprungsniveau zurück. Die emittierte Photonenkonzentration, die durch einen Photodetektor registriert wird, verhält sich proportional zur Menge an
gebundenen Antikörpern pro Zelle. Zusätzlich werden
durch die Lichtbeugung und –streuung Informationen
über die Zellgröße und die Binnenstruktur
(Granularität des Zytoplasmas, Größe des Zellkerns
usw.) der Zellen gewonnen.
Eine gleichzeitige FACS-Messung mit verschiedenen
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Methoden
Schematische Darstellung des Strahlengangs durch ein FACS-Gerät
Fluoreszenzfarbstoffen ist möglich, weil sich die eingesetzten Farbstoffe zwar bei einer gemeinsamen
Wellenlänge anregen lassen, aber über unterschiedliche, für den jeweiligen Farbstoff charakteristische
Emmissionsspektren verfügen.
Zu den wichtigsten Anwendungsgebieten der FACSAnalyse zählen
- Lymphozytentypisierung (Immunstatus)
- Immunphänotypisierung von Non-HodgkinLymphomen
- durchflusszytometrischer Crossmatch
- Überprüfung der Reinheit von Zellsuspensionen
Kartusche gegeben, die mit Partikeln einer speziellen
chemischen Struktur gefüllt sind. Im Idealfall geht der
Analyt eine Wechselwirkung mit dieser festen Phase
ein, während Störkomponenten ungehindert eluieren. Durch verschiedene Waschschritte mit unterschiedlich starken organischen Lösungsmitteln, bzw.
Lösungen unterschiedlicher pH Werte können weiterhin unerwünschte Probenkomponenten entfernt werden. Zum Schluss wird der Analyt mit einem geeigneten Elutionsmittel von der Kartusche gelöst und kann
in die LC-MS/MS Anlage injiziert werden.
Festphasenextraktion (SPE)
Der Einsatz von Massenspektrometern mit vorheriger
chromatographischer Trennung (LC-MS/MS) im
Bereich der klinischen Analytik hat in den letzten
Jahren stets zugenommen. Einhergehend mit dieser
hochsensitiven Messtechnik ist die Notwendigkeit
einer guten Probenvorbereitung, da unbehandelte
Vollblut- oder Serumproben nicht in diese
Apperaturen injiziert werden können.
Die einfachste und schnellste, gleichzeitig aber auch
gröbste Art der Probenvorbereitung ist die
Proteinfällung durch Zugabe von organischen
Lösungsmitteln. Diese Art der Aufarbeitung ist in vielen Fällen aber nicht ausreichend, da neben Proteinen
viele andere Störsubstanzen in der Matrix enthalten
sind die auf diese Art nicht abgetrennt werden können.
Die deutlich effektivere Art der Probenvorbereitung
ist die sogenannte Festphasenextraktion (Solid Phase
Extraktion = SPE). Die grundlegenden Prinzipien der
SPE sind mit denen der Flüssigkeitschromatographie
zu vergleichen. Ein Analytgemisch wird auf eine SPE
Aufreinigung einer Probe mittels Festphasenextraktion:
Das Probengemisch (schwarz) wird auf die SPE-Kartusche
gegeben. Die einzelnen Komponenten gehen spezielle
Wechselwirkungen mit der festen Phase ein und werden
unterschiedlich stark retardiert. Durch verschiedene
Waschschritte werden die einzelnen Komponenten nacheinander von der Kartusche eluiert, wobei am Ende nur
noch der Analyt vorhanden ist. Bildmaterial mit freundlicher Genehmigung der Fa. Waters (Milford, MA, U.S.A.)
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Methoden
1. Aufkonzentrierung des Analyten:
Analyte wie z.B. bestimmte Hormone liegen im Serum
in so geringen Konzentrationen vor, dass es auch für
sensitive Massenspektrometer schwer wird, diese zu
detektieren. Um diese kleinen Mengen quantifizieren
zu können, ist es möglich den Analyt auf einer SPEKartusche anzureichern. Als Beispiel könnte 1 ml
Serum als Ausgangsmaterial für die SPE verwendet
werden. Die in diesem Volumen enthaltene Analytmenge wird vollständig auf der Kartusche resorbiert,
um am Ende in 100 µl Lösungsmittel eluiert zu werden. Der Analyt konnte um das 10-fache aufkonzentriert werden. Unter geeigneten Bedingungen sind
Anreicherungsfaktoren von mehr als 20 möglich.
2. Abtrennung von Störkomponenten
Vor allem bei LC-Methoden mit optischen Detektoren
(UV, FLD) kann es sein, dass im Chromatogramm störende Peaks auftreten. Durch parallel eluierende
Substanzen wird das Analytsignal teilweise überlagert,
komplett verdeckt oder so stark minimiert, dass eine
eindeutige Auswertung nicht möglich ist. Mit vorheriger SPE können diese störenden Substanzen in einem
der Waschschritte entfernt werden, woraus ein klareres Analytsignal resuliert.
3. Minimierung der Matrixeffekte:
Matrixeffekte sind vor allem beim Einsatz von
Massenspektrometern als Detektor ein gängiges
Problem. Hierbei handelt es sich, anders als bei
Störkomponenten, um im Chromatogramm nicht
sichtbare Peaks. Matrixeffekte sind nur im direkten
Vergleich zwischen einer reinen Standardlösung und
einer matrixbelasteten Probe zu erkennen. Weist das
Serum Matrixeffekte auf, wird eine Lösung derselben
Konzentration wie die Reinsubstanz deutlich geringere Peakintensitäten zeigen. Dies ist ein Indikator
dafür, dass im Serum unbekannte Faktoren enthalten
sind, die die Ionisierung des Analyten im Massenspektrometer herabsetzen. Mit Hilfe eines geeigneten
SPE Protokolles können diese Substanzen abgereichert werden, wodurch die Signalintensität deutlich
erhöht wird und die Nachweisgrenze des gesamten
Verfahrens verbessert wird.
Flüssigkeitschromatographie (HPLC)
Chromatographie beschreibt die Auftrennung eines
Stoffgemisches in seine Einzelteile, die durch unterschiedliche Wechselwirkungen zwischen einer mobilen und einer stationären Phase zustande kommt. Bei
der Flüssigkeitschromatographie (High Pressure
Liquid Chromatography = HPLC) liegt das
Analytgemisch in gelöster Form vor und wird über
eine mit festen Partikeln gepackte Chromatographiesäule getrennt. Damit die Probe überhaupt über die
Säule transportiert wird, erfolgt die Auftrennung
unter erhöhtem Druck (100-300 bar).
44
Geräteaufbau:
In Vorratsbehältern befinden sich verschiedene
Laufmittel (organische oder wässrige Lösungsmittel
und Puffer), die die mobile Phase darstellen. Diese
Laufmittel werden mit Hilfe einer Hochdruckpumpe
mit einer konstanten Fließgeschwindigkeit über die
Säule befördert. In einem Mischer werden die
Lösungsmittel miteinander vermischt, so dass beliebige Laufmittelzusammensetzungen hergestellt werden
können, die sich auch während eines Trennlaufes in
einem bestimmten Verhältnis verändern können
(Gradiententrennung). Der sogenannte Autosampler
injiziert ein definiertes Volumen der vorbereiteten
Probe in die HPLC-Anlage. Die Probe wird durch die
mobile Phase zur Säule transportiert und über verschiedene Wechselwirkungen getrennt. Nach der
Säule gelangen die einzelnen Komponenten zum
Detektor, der das chemische Signal in ein elektrisches
umwandelt und dieses an die Auswerteeinheit weitergibt. Bei der herkömmlichen HPLC Technik werden
hier vor allem optische Detektoren wie UV/VIS- oder
Fluoreszenzdetektoren eingesetzt. Die Wahl des
Detektors hängt von den Eigenschaften der Analyte
ab, die entweder UV-Licht absorbieren können bzw.
fluoreszierende Strahlung abgeben. Die vermessenen
Proben werden in einem Abfallbehälter gesammelt,
während die Software ein Chromatogramm generiert.
Trennprinzip:
Die Probe (im Beispiel ein schwarzes Gemisch aus den
Einzelfarben Gelb, Rot und Blau) wird am einen Ende
der chromatographischen Trennsäule injiziert. Die
Säule, die mit kleinen, festen Partikeln gepackt ist,
wird mit der mobilen (sich bewegenden) Phase durchspült, wodurch das Gemisch kontinuierlich durch die
Säule wandert. Aufgrund ihrer chemischen Struktur
besitzen die Analyten unterschiedliche Polaritäten,
durch welche verschiedene Wechselwirkungen zwischen dem Analyten und der mobilen bzw. der stationären Phase hervorgerufen werden. Je nach chemischer Kompatibilität hat der Analyt eine höhere
Affinität zur mobilen oder zur stationären Phase.
In der oberen Abbildung wandert der gelbe Stoff am
schnellsten durch die Säule, da seine Interaktion mit
der mobilen Phase stärker ist als mit der stationären
Phase. Daher bewegt er sich öfters im konstanten
Fluss des Laufmittels mit und gelangt als erstes zum
Detektor. Die blaue Substanz hingegen tritt vermehrt
mit der stationären Phase in Wechselwirkung, weshalb sie mehr Zeit braucht, um von der mobilen Phase
über die Säule und zum Detektor transportiert zu werden. Blau eluiert zu einem späteren Zeitpunkt als
Gelb. Durch Variation der Laufmittelzusammensetzung kann die Trennung eines komplexen Stoffgemisches optimiert werden.
Der zeitliche Verlauf der Trennung wird in einem
Chromatogramm wiedergegeben. Die Retentionzeit
der Probe (Verweildauer auf der Säule) wird gegen die
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Methoden
Schematische Darstellung eines HPLC Systems (von links nach rechts): Lösungsmittelbehälter mit mobiler Phase,
Hochdruckpumpe, Gradientenmischer, Injektionseinheit und Probeneinlasssystem, Chromatographische Trennsäule,
Detektor, Chromatogramm und Abfallbehälter. Bildmaterial mit freundlicher Genehmigung der Fa. Waters (Milford, MA,
U.S.A.)
Signalintensität, die der Detektor misst, aufgetragen.
Das detektierte Messsignal ändert sich proportional
zur Analytkonzentration. Die resultierenden Peaks im
Chromatogramm beschreiben den Verlauf einer
Gauß'schen Glockenkurve. Für die Auswertung der
Daten werden die Peakflächen integriert und mit
Flächeninhalten von zuvor vermessenen Proben mit
bekannten Konzentrationen verglichen (Kalibration).
Die hier im Labor verwendete UPLC Technik (Ultra
Performance Liquid Chromatographie) basiert auf den
Prinzipien der HPLC, jedoch können durch kleinere
Säulenpartikel und höhere Gesamtdrücke (bis 1000
bar) verbesserte Trennleistungen bei kürzerer
Analysenzeit erzielt werden.
Fragmentlängenanalyse mittels
Kapillarelektrophorese
Bei speziellen Fragestellungen (z.B. Triplett-RepeatErkrankungen) kann die Länge von PCR-Fragmenten
mittels Kapillargelelektrophorese ermittelt werden.
Dazu wird in der PCR-Reaktion ein Fluoreszenz-markierter Primer eingesetzt. Anschließend werden die
PCR-Produkte mit einem ebenfalls Fluoreszenz-markierten internen Standard gemischt, anhand dessen
die spätere Bestimmung der Fragmentlängen erfolgt.
In der darauffolgenden Kapillargelelektrophorese
werden die PCR-Produkte in einer mit einem Polymer
gefüllten Kapillare der Größe nach aufgetrennt. Beim
Passieren der Detektionseinheit wird die Fluoreszenz
der PCR-Produkte und des Standards über einen Laser
angeregt und die Fluoreszenzemission detektiert. Die
Fragmentlängen der PCR-Produkte werden anhand
des internen Standards mit einer speziellen Software
ermittelt.
Fragmentlängenanalyse des CGG-Repeat im FMR1-Gen
bei einer Patientin mit unauffälligem Genotyp (2 WildtypAllele)
Massenspektrometrie (LC-MS/MS)
Mit einem Massenspektrometer können Verbindungen,
die in Form von Ionen (geladene Moleküle) vorliegen,
qualitativ und quantitativ gemessen werden. Anhand
des Massenspektrums können sowohl Rückschlüsse
auf die Strukturformel als auch auf Häufigkeit der einzelnen Analyt-Ionen gezogen werden.
Zunächst werden die Analyten der aufgearbeiteten
Probe mittels Flüssigkeitschromatographie voneinander getrennt.
Anschließend werden die in Lösung vorliegenden neutralen Analyte in der Ionenquelle des Massenspektrometers bei Atmosphärendruck in Ionen umgewandelt.
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Methoden
Hierbei erhalten sie entweder eine positive (Kationen)
oder negative (Anionen) Ladung. Die zu einem Strahl
gebündelten Ionen werden ins Hochvakuum überführt, wo ein Massenanalysator (hier Quadrupol) die
einzelnen Ionen entsprechend ihres Masse-zuLadungsverhältnisses bestimmt.
Durch das Anlegen einer variierenden Spannung an
die vier Metallstäbe des Quadrupols können ausgewählte Analyt-Ionen diese auf stabilen Flugbahnen
passieren. Die übrigen in der Matrix enthaltenen
Ionen werden aufgrund ihrer instabilen Flugbahn
abgelenkt und verlieren ihre Ladung. Sie gelangen
nicht mehr zum Detektor - die Matrix kann effizient
abgetrennt werden.
Die Kopplung zweier Quadrupole (Tandem-MS)
ermöglicht eine ausgesprochen selektive Gehaltsbestimmung der Analyten: Nach der Selektion der
Analyt-Ionen im ersten Quadrupol können diese
mittels eines Argonstroms in einer Kollisionszelle fragmentiert werden. Die Molekül-Ionen bilden charakteristische Fragmente und Spaltprodukte, die mit dem
zweiten Quadrupol erneut selektiert werden.
Aufgrund der Spannungseinstellungen ist gewährleistet, dass nur Ionen, die genau diese Fragmente erzeu-
gen, den Detektor des Massenspektrometers erreichen. Im Detektor werden die Ionen so umgewandelt,
dass sie ein elektrisches Messsignal erzeugen. Das
elektrische Signal ist proportional zu den
Konzentrationen der zu bestimmenden Substanzen.
Mit dem LC-MS/MS Messprinzip ist eine äußerst spezifische Detektion der Analyte möglich, wodurch sich
die Empfindlichkeit der Methode erhöht und die
Nachweisgrenzen gesenkt werden können. Des
Weiteren wird die Probenvorbereitung verkürzt und
Störeinflüsse können minimiert werden.
Als Massenanalysatoren werden meist Quadrupole
oder Flugzeitanalysatoren verwendet. Da im Bereich
der klinischen Chemie vor allem kleine Moleküle bis
etwa 2000 g/mol von analytischem Interesse sind,
findet hier besonders die Quadrupoltechnik ihre
Anwendung.
Im Bereich der medizinischen Analytik werden mit
dieser Messtechnik Arzneimittel und deren
Metabolite (therapeutisches Drugmonitoring),
Drogen, Vitamine, Steroide und weitere endogene
Stoffwechselprodukte bestimmt.
Schematischer Aufbau eines Tandem-Quadrupol Massenspektrometers. Bildmaterial mit freundlicher Genehmigung der Fa.
Waters (Milford, MA, U.S.A.)
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Methoden
Methylierungsspezifische PCR
(Mikrodeletionen). Mitte der 1990er Jahre wurde die
Methylierungsspezifische PCR (MS-PCR) entwickelt,
die auch weitere Ursachen wie uniparentale Disomie
und Imprinting-Defekte nachweist und damit ca. 99%
der Ursachen des PWS bzw. ca. 80% der ursächlichen
Veränderungen beim AS erklären kann. Das Verfahren
beruht auf der Umwandlung unmethylierter
Cytosinreste zu Uracil mittels Natriumbisulfit und dem
Einsatz von Primerpaaren, die entweder die nichtmodifizierte maternale oder die modifizierte paternale DNA erkennen.
Eine ganze Gruppe genetischer Erkrankungen wird
durch eine veränderte DNA-Methylierung von
Cytosinresten verursacht (sog. Imprinting-Defekte).
Zu dieser Gruppe gehören u. a. das Prader-WilliSyndrom (PWS) und das Angelman-Syndrom (AS), die
beide im Bereich 15q11.2 kartieren. Das PWS beruht
auf einer Deletion bzw. einem Methylierungsdefekt
des paternalen Allels, wohingegen beim AS das maternale Allel betroffen ist. Die lange Zeit übliche
Methode zum Krankheitsnachweis bestand im Einsatz
Locus-spezifischer FISH-Sonden; diese Methode
detektiert jedoch nur ca. 70% der PWS- bzw. AS-Fälle
Normal
PWS
AS
Na-Bisulfit-Behandlung
Na-Bisulfit-Behandlung
Na-Bisulfit-Behandlung
Pat-spezifische PCR
Mat-spezifische PCR
Pat-spezifische PCR
OL1
Pat
OL3
UG UG
UG
UG
OL1
CG
CG
CG
CG
OL2
OL3
Mat
CG CG
OL3
CG
UG UG
UG
OL4
CG
Mat-spezifische PCR
OL4
UG
OL2
OL1
CG CG
CG
CG
Mat-spezifische PCR
Normal PWS
OL4
UG UG
UG
OL2
UG
Pat-spezifische PCR
AS
Maternal (Mat)
Paternal (Pat)
Prinzip der Methylierungsspezifischen PCR zur Diagnostik des Prader-Willi-(PWS) und Angelman-(AS) Syndroms (mod. nach:
E. Engel und S. Antonorakis: Genomic Imprinting and Uniparental Disomy in Medicine, Wiley-Liss 2002). Das Primerpaar OL1
und OL2 erkennt die modifizierte paternale (Pat) DNA, das Primerpaar OL3 und OL4 erkennt die nicht-modifizierte maternale (Mat) DNA. Im Falle eines PWS fehlt entsprechend das paternale, im Falle eines AS das maternale PCR-Produkt.
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Methoden
Multiplex Ligation-dependent Probe
Amplification (MLPA)
Die MLPA zur Detektion von Dosisunterschieden von
bis zu 50 verschiedenen Nukleinsäurefragmenten in
einem Ansatz wurde erstmals 2002 beschrieben
(Schouten et al., Nucl Acids Res 30:12e57). In dieser
Arbeit wurde die Kopienzahl von 40 Loci im menschlichen Genom durch simultane relative Quantifizierung bestimmt. Die Menge der sequenzspezifisch
hybridisierten und ligierten Oligonukleotide ist dabei
proportional zur Kopienzahl der Ziel-Sequenz. Die
Amplifikationsprodukte werden anschließend durch
Kapillarelektrophorese nach Größe getrennt. Dosisunterschiede sind durch Reduktion oder Vergrößerung der
Peakhöhen und -flächen erkennbar. Mittlerweile sind
mehr als 300 verschiedene MLPA-Kits zur Detektion
von Deletionen/Duplikationen einzelner Exons von
Genen, Genbereichen, ganzer Gene, Chromosomenbereiche und ganzer Chromosomen kommerziell verfügbar (z.B. von MRC-Holland). Inzwischen wurden
auch Varianten des Grundprinzips entwickelt: RTMLPA (Reverse Transkriptase MLPA), die für mRNA
Profiling eingesetzt wird; Methylierungsspezifische
MLPA (MS-MLPA), die sowohl zur Bestimmung der
Kopienzahl als auch zur Analyse des Methylierungsmusters (Detektion von Imprinting-Defekten) und zur
Analyse von Tumoren eingesetzt wird.
M13 Primer-Sequenz
Stuffer-Sequenz (19-370 bp)
M13 Primer-Sequenz
Target-spezifische Sequenz (20-30 bp)
Hybridisierung zweier MLPA-Proben
an direkt benachbarte Target-Sequenzen
5‘
Target A
3‘
5‘
Target B
3‘
Ligation der beiden MLPA-Proben
5‘
Target A
3‘
5‘
Target B
3‘
PCR-Amplifikation
Produkte (130-480 bp)
Prinzip der MLPA, die in vier Schritten erfolgt: (1) DNA-Denaturierung und Hybridisierung der MLPA-Proben, (2) LigationsReaktion, (3) PCR, (4) Trennung der Amplifikationsprodukte durch Elektrophorese. Jede der bis zu 50 MLPA-Proben in einem
Ansatz besteht aus einer “Target”spezifischen Sequenz, einer “Stuffer”-Sequenz definierter Länge, und einer M13-UniversalPrimersequenz. Die Multiplex-Amplifikation mit einem Fluoreszenz-markierten M13-Primerpaar kann nur nach Ligation der
hybridisierten Proben erfolgen. Durch das Design der unterschiedlich langen “Stuffer”-Fragmente ist eine Trennung von
Fragmenten einer Länge zwischen 130 und 480 bp möglich.
Trennung der Amplifikationsprodukte durch Kapillarelektrophorese. Im unteren Teil sind die spezifischen Signale für die Exons 1
- 21 des TSC2-Gens (gekennzeichnet durch rote Sterne) im Vergleich zur Kontroll-DNA (oberer Teil) um die Hälfte reduziert, was
einer heterozygoten Deletion entspricht.
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Methoden
Relative Quantifizierung der Gen-spezifischen Amplifikationsprodukte. Anhand der im gleichen Ansatz mitgeführten, für andere
chromosomale Regionen spezifischen Kontrollproben (grüne Balken rechts) ist eine Dosisreduktion der Exons 1 - 21 auf die Hälfte
erkennbar. Dies entspricht einer heterozygoten Deletion in diesem Bereich. Die Quantifizierung kann durch Export der
Signalhöhen und -flächen in ein Excel-basiertes Programm oder über eine spezielle MLPA-Auswerte-Software erfolgen.
Molekulare Karyotypisierung (Chromosomale
Microarray-Analysen, CMA)
Array-CGH-Technik
Als weiterführende Methode zum Nachweis chromosomaler Imbalancen (copy number variants, CNV’s)
hat in den letzten Jahren die Array-CGH (komparative
genomische Hybridisierung) oder molekulare Karyotypisierung in die Diagnostik Einzug gehalten. Hierbei
handelt es sich um ein Verfahren, das ähnlich wie die
FISH-Diagnostik auf einer Hybridisierung basiert. Die
Array-CGH erfasst aber - wie die Chromosomenanalyse
- das gesamte Genom, jedoch mit einer wesentlich
höheren Auflösung, die in der Routinediagnostik mittlerweile unter 200 kb liegen sollte. Das Prinzip der
Array-CGH basiert auf dem Einsatz von kurzen
Oligonukleotiden, welche auf einer Matrix immobilisiert vorliegen. Diese decken repräsentativ das
gesamte Genom ab, wobei die mittlere Auflösung vom
Array-Typ und der Gesamtzahl an Oligonukleotiden
abhängt. Die Oligonukleotide tragen zum Genom
komplementäre Sequenzen, an welche eine
Patienten-DNA und eine Referenz-DNA kompetitiv
hybridisieren können. Durch diese vergleichende
Hybridisierung können sehr kleine, submikroskopische Veränderungen (Deletionen, Duplikationen)
beim Patienten nachgewiesen und durch den Einsatz
spezieller Softwareprogramme die an den
Veränderungen beteiligten Gene identifiziert werden.
Balancierte Translokationen, Inversionen und
Insertionen sowie geringgradige Mosaike können mit
der Array-CGH allerdings nicht detektiert werden. Die
Array-CGH kann die klassische Zytogenetik und
Tumorzytogenetik daher nicht ersetzen, aber sinnvoll
ergänzen.
CGH+SNP-Array-Technik
Durch den Einsatz polymorpher Oligonukleotide
(„SNP-Marker“) in Kombination mit den nicht-polymorphen Oligonukleotiden der Array-CGH-Technik
wird neben dem Nachweis von Deletionen und
Duplikationen auch die Detektion von Kopienzahlneutralen Veränderungen, sog. Loss-of-Heterozygosity
(LOH)/uniparentale Disomien (UPD) ermöglicht. Bei
den Kopienzahl-neutralen Veränderungen können
ganze Chromosomen oder auch nur Teilstücke verloren gehen, und die noch vorhandene Kopie wird zum
Ausgleich des Verlusts als Vorlage genutzt und dupliziert. Dies kann dazu führen, dass defekte Allele verdoppelt werden und diese trotz des Vorhandenseins
der genetischen Information nicht genutzt werden
können, da sie ihre Funktionsfähigkeit verloren
haben. Ein weiterer Vorteil dieser kombinierten
Technik besteht in der höheren Sensitivität beim
Nachweis von Mosaiken.
Derzeit werden in unserem Labor hauptsächlich zwei
Array-Plattformen genutzt - Arrays der Firma
BlueGnome sowie der Firma Affymetrix. Bei den 180k
Oligo-Arrays (BlueGnome) mit einem durchschnittlichen Sondenabstand von 16 kb werden eine
Patienten- und eine Referenz-DNA mit 2 unterschiedlichen Farbstoffen markiert und auf dem Array hybridisiert. Beide markierte DNAs werden dann verglei-
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Methoden
Prinzip der Array-CGH: eine 1:1-Mischung aus Patienten- und Referenz-DNA, die zuvor mit 2 unterschiedlichen Farbstoffen
markiert wurden, wird auf einer Matrix mit immobilisierten DNA-Sonden hybridisiert. Ein Laser-Scanner detektiert die sich
ergebenden Fluoreszenzsignale und die Software-basierte Auswertung ermöglicht den Nachweis von Deletionen oder
Duplikationen in der Patienten-DNA im Vergleich zur normalen Referenz-DNA.
chend genomisch hybridisiert und mittels LaserScanner wird das Verhältnis der Fluoreszenzsignale
der Patienten- und Referenz-DNA ausgelesen. Eine
Software-basierte Auswertung ermöglicht den
Nachweis von Deletionen oder Duplikationen in der
Patienten-DNA im Vergleich zur normalen ReferenzDNA. Bei den 2,7M-Arrays (CytoScan HD, Affymetrix)
mit einem durchschnittlichen Sondenabstand von 1,1
kb wird lediglich die Patienten-DNA farblich markiert,
auf den Array hybridisiert und die Fluoreszenzsignale
ausgelesen. Die komparative genomische Hybridisierung erfolgt dann in silico während der Softwarebasierten Auswertung.
Zytogenetik
Postnatale Diagnostik
Die Anwendung der Microarray-Technik insbesondere
bei Kindern mit isolierter Intelligenzminderung oder
komplexen Retardierungs- und Fehlbildungssyndromen
hat zahlreiche neue Mikrodeletions- und Mikroduplikationssyndrome definiert, die vor einigen Jahren
noch völlig unbekannt waren. Durch den Einsatz der
Array-CGH in der Routinediagnostik können nun vermehrt submikroskopisch kleine Imbalancen gefunden
werden, die als ursächlich für Mentale Retardierung
(MR)/ Entwicklungsverzögerung und ggf. weitere
Symptome angesehen werden müssen. Auch
Störungen aus dem autistischen Formenkreis, die
nicht selten eine MR zeigen, gehen gehäuft mit
bestimmten Kopienzahl-veränderungen einher, so
dass auch diese Erkrankungen eine Indikation zur
molekularen Karyotypisierung darstellen.
50
XY: SNP-Array: UPD7q (7q31.33qter, 34Mb) bei einem
Patienten mit MDS. Die weighted log2 ratio zeigt einen
Kopienzahl-neutralen Status während die Auftrennung
der Allel peaks in die homozygoten Allele AA und BB eine
Loss of Heterozygosity im Sinne einer Uniparentalen
Disomie (UPD) nachweist.
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Methoden
Pränatale Diagnostik
Die Array-CGH kann in der Pränataldiagnostik als sinnvolle Ergänzung zur zytogenetischen Routinediagnostik
bei einem auffälligen fetalen Ultraschall und normaler
Chromosomenanalyse sowie zur Charakterisierung
einer neu entstandenen chromosomalen Strukturaberration beim Feten hinzugezogen werden.
Aneuploidie- und Translokationsdiagnostik
bei PKD/PID
Die auf dem 24Sure Mikrochip basierte komparative,
genomische Hybridisierung erlaubt den Nachweis von
Fehlverteilungen aller 24 Chromosomen aus einer einzigen Zelle. Um ein robustes Ergebnis zu erreichen,
sind auf den hier verwendeten Mikrochips größere
Sonden (BAC-Klone) gespottet. Auch komplexe
Aneuploidien mit Beteiligung von mehr als 3
Chromosomen/Chromatiden können zuverlässig
detektiert werden. Durch Verwendung der 24Sure+
Mikrochips mit höherer Abdeckung im Telomerbereich der Chromosomen ist es zudem möglich, auf
verschiedenste, unbalancierte Translokationen und
Fehlverteilungen aller 24 Chromosomen gleichzeitig
zu überprüfen. Für numerische und für strukturelle,
chromosomale Aberrationen können sowohl die
Polkörper der Eizelle als auch Trophektoderm-Zellen
der Blastozyste als Untersuchungsmaterial dienen.
Welches der beiden Untersuchungsmaterialien verwendet werden kann, muss von Fall zu Fall entschieden werden und hängt von der genetischen
Disposition der Patienten ab.
Molekulare Onkologie
Mit Hilfe eines Arrays, der vor allem diejenigen
Genregionen hochauflösend darstellt, die bei hämatologischen Neoplasien häufig Veränderungen aufweisen, können Deletionen und Amplifikationen einzelner Abschnitte des Erbguts in Blut- bzw.
Knochenmarkproben identifiziert werden. Durch den
gesamtgenomischen Ansatz werden auch solche
Veränderungen nachgewiesen, die mit dem üblicherweise eingesetzten FISH-Panel nicht detektierbar sind.
Weiterhin können komplexere Chromosomenveränderungen charakterisiert werden und durch den
Einsatz hochauflösender Arrays Bruchpunktregionen,
die in einer Chromosomenanalyse nachgewiesen wurden, genauer bestimmt werden. Mit Hilfe der SNPArrays können auch LOH-(loss of heterozygosity) bzw.
UPD-(uniparentale Disomie)-Regionen gefunden werden. Zellkulturprobleme oder Kulturartefakte werden
somit umgangen.
Nachweis einer 1,6 Mb großen Mikrodeletion 15q13
(roter Pfeil) bei einer Patientin mit Autismus und
Intelligenzminderung; im Falle der Amplifikation 15q11.2
(grüner Pfeil) handelt es sich um eine benigne Variante.
Literatur
Qiao Y et al, Clin Genet 83:145 (2012) / Hanemaaijer NM et al,
Eur J Hum Genet 20:161 (2012) / Shaffer LG et al, Prenat
Diagn 32:976 (2012) / Cooper GM et al, Nature Genet
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Methoden
Molekulare Zytogenetik (FISH-Techniken)
Bei der Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (FISH) werden fluoreszenzmarkierte DNA-Sonden direkt auf das
Chromosomenpräparat hybridisiert. Es gibt Sonden
für die Zentromere jedes Chromosoms, PaintingSonden, die spezifisch ein ganzes Chromosom anfärben, und lokusspezifische Sonden, die gezielt ausgewählte DNA-Abschnitte markieren.
C
C
T
AC A T
T
Prinzip der Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (FISH) auf
Chromosomenpräparaten
Einen wesentlichen Vorteil bringt die FISH-Analyse bei
hämatologischen Proben, da hier krankheitsrelevante
Regionen schnell und zuverlässig, ohne eine
Kultivierung der Zellen auch an Interphase-Zellkernen
nachgewiesen werden können. Untersuchungen an
Interphasen haben gezeigt, dass die Inzidenz genomischer Aberrationen in Bänderungsuntersuchungen
unterschätzt wird und die FISH demnach eine höhere
Sensitivität aufweist. Diese liegt bei etwa einer aberranten Zelle unter 1.000 unauffälligen Zellen. So können auch bei einer schlechten Qualität von
Chromosomen aus Tumorzellen oder im Verlauf einer
Erkrankung, ggf. Translokationen, Rearrangements,
Deletionen und Zugewinne durch den Einsatz von speziellen Split- bzw. Break Apart-Sonden sowie lokusspezifischen Sonden nachgewiesen werden.
links: Nachweis einer Translokation t(9;22)(q34;q11.2) (2
rot/grüne Fusionssignale), rechts: Nachweis einer
Deletion 17p13 (nur 1 rotes Signal)
Die FISH-Technik kann auch an Schnitten aus FFPETumormaterial durchgeführt werden, um z.B. die verstärkte Aktivität eines Onkogens durch eine
Amplifikation dieses Gens nachzuweisen. Beispielsweise kann bei etwa 20-30% der Brustkrebs-
52
erkrankungen eine Überexpression von HER2/neu
nachgewiesen werden, die auf eine Amplifikation des
Gens zurückzuführen ist. Diese Patientinnen profitieren von einer Therapie mit HER2/neu-Antikörpern
(z.B. Herceptin).
Nachweis einer HER2/neu-Überexpression - anhand der
Anzahl der Signale kann die HER-2-Amplifikationsrate
bestimmt werden.
Eine Spezialmethode in der Pränataldiagnostik ist der
sog. FISH-Schnelltest. Mittels FISH können innerhalb
eines Tages unkultivierte Amnionzellen auf numerische Aberrationen der Chromosomen 13, 18, 21, X
und Y untersucht werden.
Pränataler Schnelltest an Amnionzellkernen nach
Hybridisierung mit FISH-Sonden für die Chromosomen 13
und 21 (linker Kern) sowie Chromosom 18, X und Y (rechter Kern); der linke Kern zeigt drei rote Signale entsprechend einer Trisomie 21.
Mittels FISH wird auch die sog. Subtelomerdiagnostik
durchgeführt. Dabei werden mit subtelomerspezifischen DNA-Sonden alle Subtelomere auf ihre
Integrität untersucht.
Ergebnis der Subtelomerdiagnostik mit einer terminalen
Deletion im kurzen Arm eines Chromosoms 1
(Mikrodeletion 1p36.3) (linkes Bild) bzw. Ergebnis der
FISH-Analyse bei einem Patienten mit Williams-BeurenSyndrom; der Pfeil weist auf das fehlende Signal im
Bereich 7q11.23 (rechtes Bild).
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Methoden
Zur Abklärung interchromosomaler Strukturveränderungen wie Translokationen und Insertionen werden
häufig sog. chromosomenspezifische Painting-Sonden
eingesetzt, die spezifisch die euchromatischen
Bereiche eines bestimmten Chromosoms anfärben.
Ergebnis der FISH-Analyse mit einer Chromosom-Painting
6- (grün) und 12-Sonde (rot) bei einem Träger einer insertionellen Translokation von Chromosom 6-Material in
Chromosom 12.
Eine Erweiterung der Chromosomal Painting-Technik
stellt die sog. Multicolor- bzw. Multiplex-FISH (MFISH) dar. Hierbei werden alle 24 Chromosomen durch
unterschiedliche Kombinationen von 5 Fluoreszenzfarbstoffen individuell angefärbt. Einsatzgebiet der MFISH ist die Charakterisierung von Markerchromosomen
und komplexen Rearrangements. Gerade in der molekularzytogenetischen Tumordiagnostik können so
komplexe Karyotypen weiter aufgeschlüsselt werden
.
Beispiel für eine M-FISH-Analyse
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Methoden
Einsatz von Next Generation Sequencing
(NGS) in der Diagnostik#
Der hohe Durchsatz der in unserem Haus verfügbaren
Technologien ermöglicht
- Multi-Gen-Panel-Sequenzierung (MGPS) bei
bestimmten Indikationen, d.h. die gleichzeitige
Sequenzierung einer Vielzahl von Genen, die bisher
nur stufenweise mit entsprechendem Aufwand
untersucht werden konnten,
- ultratiefe Sequenzierung (Deep Sequencing)
einzelner Gene (z.B. mit einer 1.000-fachen
Coverage) zum Nachweis eines geringgradigen
Mosaiks (5%), welches einen milden Phänotyp
verursachen kann, zum Nachweis von klinisch
relevanten Minoritäten (somatische Mutationen) im
Tumorgewebe,
- Haplotyp-Information bei hochvariablen Gen-Loci
(z.B. MHC-Locus),
- Exom-Sequenzierung (Whole Exome [WES] oder
Clinical Exome [CES]) bei klinisch und genetisch sehr
heterogenen Krankheitsbildern wie z.B. schwere
Entwicklungsstörungen
# der generelle Einsatz von NGS in der
alle für die Sequenzierung nötigen Reagenzien.
Anschließend wird sequentiell je eine Art von fluoreszenzmarkierten Desoxyribonucleotiden (dATP, dTTP,
dCTP, dGTP) in definierter Reihenfolge zugegeben. Ist
ein Nukleotid komplementär zu der Base im DNATemplate, erfolgt ein Einbau und ein Lichtsignal wird
emittiert. Sind in der zu sequenzierenden DNA mehrere aufeinanderfolgende, identische Nukleotide vorhanden (Homopolymere) werden mehrere gleiche
Nukleotide hintereinander eingebaut und das korrespondierende Lichtsignal ist proportional stärker.
a)
d)
b)
e)
c)
f)
Regelversorgung ist derzeit noch Gegenstand von
Verhandlungen mit den Kostenträgern
Next Generation Sequencing (NGS)
Die Einführung der Next Generation Sequencing
(NGS)-Technologien hat die Etablierung bedeutender,
neuer diagnostischer Anwendungen in der täglichen
Routine ermöglicht. Obwohl der Einsatz der NGSTechnologie in der klinischen Diagnostik mit Herausforderungen verbunden ist, wird die Umstellung aufgrund der sich bietenden Vorteile dennoch unumgänglich sein. Neben der extrem hohen Sequenzierkapazität ermöglicht NGS die klonale Sequenzierung
einzelner Moleküle, eine höhere diagnostische
Sensitivität durch parallele Sequenzierung von ganzen
Genpanels, vereinfachte Handhabung sowie die parallele und dadurch kostengünstigere Bearbeitung der
Proben. Neueste technische Fortschritte haben NGS
zu einer verlässlichen Alternative für die klassische
Sanger-Sequenzierung entwickelt.
Roche 454
Roche 454 Life Sciences war 2005 mit der Vorstellung
des GS 20 Sequenziergeräts das erste Unternehmen,
das eine Next Generation Sequencing Plattform kommerziell angeboten hat. Die Roche 454 Sequenziersysteme benutzen emulsions-PCR (emPCR) für die klonale Amplifikation der Proben, gefolgt von hochparallelem Pyrosequencing. Während der emPCR wird
die zu sequenzierende DNA an spezifische Beads
gebunden und klonal amplifiziert. DNA tragende
Beads werden dann angereichert und in spezielle
Reaktionskammern auf so genannten Pico Titre Plates
(PTP) befördert. Diese Reaktionskammern enthalten
54
Roche 454 Sequencing: (a) Genomische DNA, (b)
Fragmentierung und Adapter Ligation, (c) emPCR I, DNA
Fragment gebunden an Bead, (d) emPCRII, klonal amplifizierte Fragmente gebunden an Bead, (e) Beads in den
Reaktionskammern der PTP Platte, (f) emittierte
Lichtsignale. (Mit freundlicher Genehmigung von Roche
Diagnostics GmbH, Mannheim, Deutschland)
Auf dieser Technologie basieren der Roche GS FLX
Titanium Sequencer, der GS FLX+, eine verbesserte
Version, die längere Leseweiten ermöglicht und die
Benchtop Version, der Roche 454 Junior. Mit dem GS
FLX und Junior Geräten können durchschnittliche
Leseweiten von 450-550 bp erreicht werden, während
mit dem FLX+ Upgrade die Leseweiten auf 750-850 bp
gesteigert werden können. Mit diesen Geräten kann
ein Durchsatz von 350-700 Mb pro 10 Stunden Lauf
auf den GS FLX Systemen und 30-50 Mb pro 8 Stunden
Lauf auf dem GS Junior Gerät erreicht werden.
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Methoden
Illumina SBS
Die Illumina sequencing-by-synthesis (SBS)-Methode
wurde 2006 unter der Solexa eingeführt. Bei dieser
Methode wird die fragmentierte Template-DNA über
spezifische Adaptoren kovalent an einen Glasobjektträger (FlowCell) gebunden, auf der die Sequenzierreaktion stattfindet. Von dem gebundenen Startmolekül ausgehend werden durch einen PCR-ähnlichen Schritt Cluster aus identischen Molekülen gebildet (Bridge-amplification). Die Sequenzierung erfolgt
zyklusweise und nutzt reversible Terminatorchemie
und fluoreszenzmarkierte Nukleotide. In jedem
Sequenzierzyklus wird genau ein Nukleotid komplementär zu der Template-DNA eingebaut.
Anschließend wird die Fluoreszenzgruppe abgespalten, das folgende Lichtsignal detektiert und die
Terminatorgruppe entfernt, so dass ein weiteres
Nukleotid im folgenden Zyklus eingebaut werden
kann. Ein besonderes Merkmal der Illumina SBSMethode ist die Möglichkeit, eine sogenannte pairedend-Sequenzierung durchzuführen. Hierbei werden
die zu sequenzierenden DNA-Fragmente von jeder
Seite mit einer vorher festgelegten Leseweite von
100-250 bp sequenziert. Je nach Größe der DNAFragmente können diese Reads überlappen oder
durch einen nicht-sequenzierten DNA-Teil (Insert)
getrennt sein. Die Paired-end-Sequenzierung bietet
viele Vorteile bei der bioinformatischen Auswertung
und kann die Genauigkeit der Analysen signifikant
erhöhen.
Es gibt mehrere Sequenzierinstrumente, die diese
Methode verwenden, der Genome Analyzer IIx
(GAIIx), die Nachfolgemodelle der HiSeq-Serie
(HiSeq1000, HiSeq2000, HiSeq1500, HiSeq2500) und
der MiSeq im Benchtop-Format. Die Durchsatzrate
der Geräte reicht von 60-95 Gb (GAIIx) bis zu 600 Gb
bei den HiSeq2000- und HiSeq2500-Geräten. Die
Laufzeit beträgt hierbei 10 Tage für Leseweiten von
2x100 oder 2x150 bp. In einem speziellen „Rapidrun“- Modus können auf dem HiSeq2500 auch 120 Gb
an Sequenz in 40 Stunden erzeugt werden. Der MiSeq
bietet im Gegensatz dazu einen Durchsatz von 4-8 Gb,
bei einer Laufzeit von 27-40 Stunden und Leseweiten
von bis zu 2x250 bp
Life Technologies SOLiD
Die SOLiD-Technologie von Applied Biosystems, jetzt
Life Technologies, 2008 erstmals vorgestellt, basiert
wie auch die Roche 454-Sequenzierung auf klonaler
Amplifikation der Template DNA durch emPCR. Die
eigentliche Sequenzierung wird dann bei SOLiD durch
„Sequenzierung-durch-Ligation" realisiert, d.h. die
DNA-tragenden Beads werden auf die Oberfläche
eines speziellen Glasobjektträgers aufgebracht und
unter Verwendung von Primern passende FluoreszenzFarbstoff-gekoppelte 8-mer- Oligonukleotide an die
DNA ligiert. Eine Besonderheit der SOLiDSequenzierung ist der sogenannte Colorspace, d.h. die
sequenzierte Base wird nicht direkt detektiert, sondern über einen Farbcode gespeichert. Über zwei der
8 Basen in den ligierten Fragmenten ist eine Farbe
definiert, das bedeutet, der Farbcode ist redundant
und wird nachträglich in die richtige Nukleotidabfolge
übersetzt. Da das Protokoll mehrere Zyklen mit verschiedenen Primern vorsieht, die jeweils um eine Base
verschoben sind, wird jedes Nukleotid der AusgangsDNA zweimal gelesen. Im so genannten Color-Code
kann damit unter Verwendung von vier Farben und 16
möglichen Kombinationen eindeutig die genomische
Sequenz bestimmt werden. Die Tatsache, dass jede
Base zweimal sequenziert wird (je einmal als erste
und einmal als zweite Base des Farbpaares) kann bioinformatisch in der Auswertung ausgenutzt werden,
um Sequenzierfehler von echten Varianten unterscheiden zu können.
Der Durchsatz des SOLiD-Systems erreicht 180 Gb pro
10-Tage-Lauf, die Leseweiten der „Mate-pair
Sequenzierung“ beträgt 50-75+35bp.
Schematischer Ablauf der SBS-Methode: Einbau eines komplementären, fluoreszenzmarkierten Nukleotids, Detektion des
Lichtsignals, Abspaltung der Terminatorgruppe und zyklusbasierte Sequenzierung (Mit freundlicher Genehmigung von Ilumina
Inc., San Diego, CA, U.S.A.)
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Methoden
Ion Torrent PGM
Anfang 2010 wurde eine neue Sequenziertechnik,
basierend auf Halbleitertechnologie von Ion Torrent
Inc. vorgestellt. Diese Technik, die inzwischen von Life
Technologies vermarktet und angeboten wird, wird
auch als pH-vermittelnde Sequenzierung oder „PostLight“-Sequenzierung bezeichnet. Die Methode folgt
einem Sequenzierung-durch-Synthese-Ansatz insofern, dass ein DNA-Template durch sequentiellen
Nukleotideinbau komplementiert wird. Die Methode
zur Detektion der eingebauten Nukleotide unterscheidet sich allerdings substantiell von den vorher
beschriebenen Methoden durch den Verzicht auf ein
optisches Signal. Der Einbau eines Nukleotids involviert das Formen einer kovalenten Bindung unter
Freisetzung eines Pyrophosphats und eines positiv
geladenen Wasserstoffions. Der Einbau eines
Nukleotids durch die DNA-Polymerase wird bei dem
Ion Torrent-System durch eine Änderung des pHWertes, ausgelöst von dem freigesetzten Wasserstoffion, detektiert. Die zu sequenzierende DNA wird in
Mikroreaktionskammern auf einem Halbleiterchip
gebracht. Diese Reaktionskammern enthalten die
DNA Polymerase, die verschiedenen Nuleotide werden
sequentiell
zugesetzt.
Komplementäre
Nukleotide werden von der Polymerase eingebaut
und die freigesetzten Wasserstoffionen werden von
einer ionensensitiven Schicht unter den Reaktionskammern detektiert. Wie bei der Roche 454
Technologie kann es zum Einbau von multiplen
Nukleotiden in den Template-Strang kommen, falls
eine Homopolymer-Region vorliegt. Auch hier ist das
detektierte pH-Signal proportional zur Anzahl der eingebauten Nukleotide.
Die Sequenzierung eines Halbleiterchips dauert 2-4
Stunden, die Leseweite beträgt je nach eingesetztem
Kit durchschnittlich 100, 200 oder 300 bp. Es werden
verschiedene Chip Größen angeboten, die einen flexiblen Durchsatz ermöglichen: bis 10 Mb mit dem 314
Chip, bis 100 Mb mit dem 316 Chip und bis zu 1 GB mit
dem 318 Chip.
Anreicherungsverfahren
Da der von den Sequenziergeräten generierte
Datendurchsatz enorm und in den meisten Projekten
nicht der limitierende Faktor ist, werden genomische
DNA-Proben meist ohne weitere Vorbehandlung
direkt für die Sequenzierung vorbereitet. In
Anwendungen wie der gezielten Resequenzierung von
spezifischen Genen oder Gen-Panels, die zum Beispiel
zu der selben Krankheitsindikation gehören, wird
jedoch keine Sequenzierung von Gesamtgenomen
benötigt. Deshalb wurden verschiedene Technologien
zur spezifischen Anreicherung von Zielregionen entwickelt (Target Enrichment). Unterschiedliche PCRoder hybridisierungsbasierte Ansätze sind möglich.
Die Kombination dieser Methode mit NGS kann die
Analyse von krankheitsrelevanten Gen-Sets in der
56
molekulargenetischen Diagnostik durch Verringerung
von Zeit und Kosten verbessern. Unter Ausnutzung
des enormen Durchsatzes der Geräte können mehrere Gene und Proben gemeinsam in einem Lauf analysiert werden.
Anwendungen
Der Einsatz von NGS in der molekulargenetischen
Diagnostik scheint erfolgversprechend. Fortschritte
und Verbesserungen in den Protokollen sowie in den
Sequenzier- und Anreicherungs-Technologien werden
es in Zukunft erleichtern, klinische Fragestellungen
wie mentale Retardierung, hereditäre Herzmuskeloder Bindegewebserkrankungen, molekular-pathologisches Grading, Infektionserregerspektrum oder
HLA-Kompatibilität von Transplantaten schneller und
umfangreicher zu bearbeiten. Es ist denkbar, dass die
bisher durchgeführte Stufendiagnostik zusammengefasst und in einem Ansatz durchgeführt wird. Im
Bereich der Immungenetik wäre es möglich, alle
codierenden Regionen des HLA-Locus in einem Ansatz
zu sequenzieren und somit eine bessere Auflösung
mit Haplotypinformation zu erhalten. Die Analyse des
kompletten MHC-Locus würde darüber hinaus auch
Informationen über immunmodifizierende Moleküle
(wie z. B. Interleukine) liefern, die möglicherweise
eine Rolle bei der Entwicklung einer Graft-versusHost-Erkrankung bzw. Transplantatabstoßung spielen.
Weiterhin könnten Spender-Empfänger-Differenzen
ausfindig gemacht werden, die zur Verstärkung des
Graft-versus-Leukemia
Effektes
beitragen.
Detailliertere Information über die genetische
Variabilität des MHC könnte die Spenderauswahl optimieren und damit zu besseren Transplantationsergebnissen beitragen.
Der Nachweis von Minoritäten ist insbesondere in der
Leukämie-Diagnostik, aber auch bei soliden Tumoren
oder komplizierten Erregerspektren wichtig. Gerade
in der Tumordiagnostik trifft man häufig auf Mosaike,
schwer zugängliches oder limitiertes Material wie
Biopsien, oder Therapieverläufe, bei denen eine minimale Resterkrankung nachgewiesen werden soll.
Durch eine entsprechend hohe Sequenziertiefe kann
mit NGS hier häufig noch eine Aussage bezüglich
Punktmutationen, Deletionen, Amplifikationen,
Insertionen oder Genumlagerungen getroffen werden, auch wenn der Anteil von Zellen mit Wildtyp relativ hoch ist. Manchmal ist selbst eine Alleldiskriminierung möglich, wodurch unterschiedliche Tumorklone
voneinander abgegrenzt werden können. Die möglichen Anwendungen gehen noch weit über die
erwähnten Beispiele hinaus.
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Methoden
Molekulare Karyotypisierung
Die erfolgreiche Einführung chromosomaler Microarray-Analysen zur Identifizierung submikroskopischer Strukturaberrationen im Bereich der
Routinediagnostik auf der einen Seite und
Verbesserungen NGS-basierter Methoden („pairedend“-Ansatz) wird in absehbarer Zukunft zu einer
Verschmelzung von molekular- und zytogenetischer
Diagnostik führen. Hoch auflösende MicroarrayPlattformen wie der CytoScan HD von Affymetrix
erlauben bereits heute den Nachweis chromosomaler
Imbalancen im Bereich weniger Kilobasenpaare. Der
Einsatz von NGS-Techniken wird in Zukunft nicht nur
die noch vorhandene Lücke bis zum Niveau der einzelnen Nukleotidveränderung schließen, sondern auch
eine exakte Bruchpunktbestimmung balancierter
Chromosomenveränderungen ermöglichen.
Nicht-Invasiver Pränataltest (NIPT)
Die Entdeckung zellfreier, fetaler DNA (cell free fetal
DNA, cffDNA) im mütterlichen Blut eröffnet die
Möglichkeit, mittels NGS-basierter Techniken pränatal
Aussagen über bestimmte Aneuploidien zu treffen.
Aus einer Blutprobe der werdenden Mutter werden
maternale und fetale DNA (Anteil >10%) extrahiert
und anschließend sequenziert. Durch Quantifizierung
der NGS-Sequenzen inklusive einer statistischen
Analyse kann festgestellt werden, ob beim Feten mit
hoher Wahrscheinlichkeit eine Trisomie für
Chromosom 21 (Down-Syndrom), 18 (EdwardsSyndrom) oder 13 (Pätau-Syndrom) vorliegt. Durch
diese nicht-invasive Untersuchung können invasive
Techniken, wie die Amnionzentese oder die Chorionzottenbiopsie, vermieden werden.
PCR-Primer wurden hausintern entwickelt. Um einen
hohen Probendurchsatz zu erreichen, wurden möglichst viele Arbeitsschritte automatisiert. Die PCRs
werden im 384-well Plattenformat von einem PCRAutomaten (STARlet, Hamilton) pipettiert. Auch die
Aufreinigung der PCR-Produkte und die Anreicherung
der Emulsion-PCR-Beads sind auf zwei weiteren
Pipettierrobotern automatisiert worden. Je nach
Fragestellung können zwischen 95 und 380 Proben in
einem GS FLX-Lauf sequenziert werden.
Die
Auswertung der Rohdaten erfolgt mit der Sequence
Pilot-Software (JSI medical systems), die einen kontinuierlichen Sequenzabgleich mit der wichtigsten HLADatenbank (IMGT/HLA Database) ermöglicht.
Die Automatisierung von Workflows bringt Zeitersparnis,
Pipettiergenauigkeit und Sicherheit vor Probenverwechslungen. Mit freundlicher Genehmigung von
Hamilton GmbH (Planegg, Deutschland).
HLA Typisierung
Neueste technische Fortschritte haben NGS zu einer
verlässlichen Alternative für die klassische SangerSequenzierung zur Typisierung von HLA-Merkmalen
werden lassen.
Die NGS-Technologie bietet den Vorteil der klonalen
Amplifikation einzelner DNA-Moleküle, wodurch
Ambiguitäten in den Typisierungsergebnissen vermieden werden können. Darüber hinaus können DNAMoleküle mit sogenannten MID (multiplex identifiers)-Sequenzen markiert und so eindeutig einer
bestimmten Probe zugeordnet werden, so dass die
parallele Bearbeitung und Sequenzierung vieler
Proben gleichzeitig möglich ist. Durch einen höheren
Probendurchsatz können Arbeitszeit und Kosten deutlich reduziert werden. Zur Zeit wird die Typisierung
der neu registrierten Blutstammzellspender mit der
NGS-Technologie durchgeführt. Es werden Exon 2 und
3 der HLA-A, -B, -C, -DRB1 und DQB1-Merkmale mit
dem GS FLX Titanium Sequencer von Roche 454
sequenziert. Für die Anreicherung dieser
Genabschnitte (Library Preparation) wird die
Amplicon-Strategie verfolgt; die dazu notwendigen
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Methoden
Oligonukleotid-Ligation-Assay (OLA)
Der Oligonukleotid-Ligation-Assay wird in der Routine
vorwiegend für die Analyse eines Mutationspanels in
der Mukoviszidose-Diagnostik eingesetzt. In einer
Multiplex-PCR werden 16 Zielregionen des CFTR-Gens
amplifiziert. Die PCR-Produkte aus der Multiplex-PCR
dienen als Ausgangsmoleküle für eine LigationsReaktion, die durch Zugabe eines OLA-Reagenz
gestartet wird. Das OLA-Reagenz enthält Oligonukleotide, welche teilweise fluoreszenzmarkiert
sind, sowie eine DNA-Ligase. Bei der Reaktion werden
3 Sondentypen eingesetzt: a) eine gemeinsame
(“common”) Sonde, die am 3`-Ende mit einem
Fluoreszenzfarbstoff (blau, grün oder gelb) markiert
ist, b) 29 wildtypspezifische Sonden und c) 33 mutationsspezifische Sonden. Die gemeinsame Sonde bindet an die Zielsequenz unabhängig davon, ob eine
Wildtyp- oder mutante Sequenz vorliegt. Die Wildtypund Mutationssonden unterscheiden sich nur durch
ein Nukleotid am 3`-Ende. Am 5`-Ende von Wildtypund Mutationssonde hängt jeweils ein sog. PEOMolekül, dessen Länge spezifisch für jede nachzuweisende Zielsequenz ist. Die Wildtyp- und Mutationssonden konkurrieren um die Bindungsstelle an die
Zielsequenz, wobei nur die Sonde bindet, die exakt
mit der Zielsequenz komplementär ist. Liegt keine der
33 zu analysierenden Mutationen vor, binden nur die
Wildtypsonden. Ist eine Mutation homozygot vorhanden, bindet nur die Mutationssonde. Bei
Heterozygotie binden sowohl Wildtyp- als auch
Mutationsonde an die Zielsequenz. Die DNA-Ligase
verknüpft die gemeinsame und Wildtyp- oder
Mutationssonde nach Hybridisierung an die Zielsequenz. Jedes Ligationsprodukt kann nun über seine
spezifische Länge und die unterschiedliche Fluoreszenzmarkierung der gemeinsamen Sonde kapillarelektrophoretisch nachgewiesen werden.
PEO Tail
5'
Mutationsspezifische
Sonde
Farbstoff
5'
Wildtyp-Sonde
3'
G
C
Gemeinsame
Sonde
5'
Wildtyp-DNA
Ligation
Denaturierung
3'
G
Wildtyp OLA-Produkt (Einzelstrang)
Kapillarelektrophorese
PEO Tail
5'
5'
Wildtyp-Sonde
Farbstoff
Mutationsspezifische
Sonde
A
3'
Mutante DNA
Gemeinsame
Sonde
T
5'
Ligation
Denaturierung
A
Mutantes OLA-Produkt (Einzelstrang)
Kapillarelektrophorese
Prinzip des Oligonukleotid-Ligations-Assay (OLA) mit Wildtyp DNA (oben) und mutanter DNA (unten). Die verschiedenen OLAProdukte werden mittels Kapillarelektrophorese separiert und durch Fluoreszenzfarbstoffe sichtbar gemacht.
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Methoden
Polymerasekettenreaktion (PCR)
Für die PCR wird ein sequenzspezifisches, komplementäres Oligonukleotidpaar (Sense und Antisense
Primer), thermostabile DNA-Polymerase und ein Mix
der 4 Nukleotide Guanin (G), Adenin (A), Thymin (T)
und Cytosin (C) benötigt. Die Primer haben eine Länge
von 16–24 Basenpaaren und werden so ausgewählt,
dass die Zielsequenz zwischen ihnen liegt. Die
Auswahl der Primer ist ebenfalls ein kritischer Schritt,
da neben der Amplifikation von unspezifischen
Produkten vor allem die Amplifikation von Pseudogenen vermieden werden muss. Pseudogene sind
inaktivierte Gene, deren Sequenz den zu untersuchenden Genen sehr ähnlich ist, wodurch falsche
Ergebnisse entstehen können. Die PCR wird in einem
speziellen Gerät durchgeführt (Thermocycler), welches
in der Lage ist, die Temperatur des Reaktionsblocks
sehr rasch zu ändern. Verschiedene Temperaturen
sind notwendig, um die DNA zunächst zu denaturieren
(Bildung von Einzelsträngen bei 95°C), dann die
Anlagerung der Primer zu ermöglichen (sog.
Annealing bei 50-65°C) und schließlich die Elongation
der Primer entlang der DNA-Matrize zu einem neuen
Tochterstrang zu gewährleisten (TemperaturOptimum der DNA-Polymerase bei 72°C). Dieser
Vorgang (Denaturierung, Annealing, Strangelongation)
wird auch PCR-Zyklus genannt und 30–40 mal wiederholt. Bei jedem Zyklus verdoppelt sich idealerweise
Doppelsträngige Ziel-DNA
Zyklus 1
Zyklus 2
Zyklus 3
PCR Produkt
30 x
Zyklen
A
Aus einem Ausgangsmolekül
(Template) werden ca. 1 Milliarde Amplifikationsprodukte. Die Menge der generierten PCR
Produkte steigt mit der Anzahl der durchgeführten PCR-Zyklen an und ist ist abhängig von der Ausgangskonzentration der
Templates (blaue Box).
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Methoden
der zwischen den Primern liegende DNA-Abschnitt,
die Gesamtreaktion dauert etwa 1–2 Stunden.
Vorteile dieser einfachen und universell einsetzbaren
Methode sind ihre Robustheit, Spezifität und
Sensitivität. Auch geringste Spuren von DNA können
mit dieser Methode nachgewiesen und diagnostischen Zwecken zugänglich gemacht werden. Dieser
Vorteil bedingt allerdings auch den größten Nachteil:
die Kontaminationsgefahr. Aus diesem Grund ist stets
darauf zu achten, dass eine DNA-Probe möglichst
nicht mit DNA-haltigem Material anderer Individuen
in Berührung kommt. Zusätzlich werden in jedem
Assay entsprechende Kontaminationskontrollen mitgeführt.
Pyrosequencing
Ein 1996 in Schweden entwickeltes Verfahren zum
Nachweis bekannter Mutationen oder SNPs, von
Methylierungsmustern und unbekannter kurzer DNAAbschnitte ist das Pyrosequencing. Es beruht auf dem
Prinzip „sequencing by synthesis“ und ist verglichen
mit der Sequenzierung nach Sanger deutlich sensitiver. Im Gegensatz zur Sequenzierung nach Sanger
beruht die Reaktion nicht auf der Detektion von
Fluoreszenzsignalen von eingebauten StoppNukleotiden, sondern auf einer messbaren
Lichtemission, wenn das jeweils passende Nukleotid
bei der Strangelongation in die DNA eingebaut wird.
Nach Amplifikation des zu untersuchenden
Genabschnitts mittels PCR werden in der
Sequenzierungsreaktion die Nukleotide daher einzeln
und nacheinander in immer wiederkehrender Abfolge
der Reaktion zugegeben. Das jeweils passende
Nukleotid, welches bei der Strangelongation in die
DNA eingebaut wird, führt zur Freisetzung von
Pyrophosphat (PPi), wodurch unter Beteiligung von
Luciferase ein Lichtsignal freigesetzt wird. Das
Lichtsignal wird von einer CCD-Kamera detektiert und
als Peak in der Auswerte-Software sichtbar. Dabei ist
die Peak-Höhe proportional zur Anzahl der eingebauten Nukleotide. Nach Ablauf jeder Einzelreaktion werden nicht eingebaute Nukleotide degradiert, wodurch
das Lichtsignal erlischt und der Reaktionsablauf mit
der Zugabe des nächsten Nukleotids von neuem
beginnt. Mit Ablauf dieses Prozesses kann die
Sequenz anhand der Signal-Peaks im Pyrogramm
bestimmt werden. So können viele Proben in relativ
kurzer Zeit bearbeitet werden.
Eine Optimierung der Pyrosequencing-Technologie
stellt Next Generation-Sequencing mit der 454Technologie von Roche Diagnostics GmbH dar, die
Ultra Hochdurchsatz Analysen erlaubt.
Real-Time PCR
Bei der Real-Time PCR kann über Fluoreszenzfarbstoffe die Zunahme von PCR-Produkten in Echtzeit
verfolgt werden. Häufig wird sie für quantitative
Analysen verwendet (qPCR). Des Weiteren wird sie
zum Nachweis bekannter Polymorphismen oder
Mutationen eingesetzt. Dabei erfolgt die Detektion
über sequenzspezifische Sonden-Hybridisierung und
Fluoreszenz-Resonanz-Energietransfer (FRET). Die
Bestimmung des Genotyps erfolgt durch eine
Schmelzkurvenanalyse (LightCycler®) oder Dot-BlotAnalyse (TaqMan®).
Polymerase
(DNA)n +dNTP
(DNA) n+1 +PPi
Nukleotid-Sequenz (Read-out)
APS + PPi
Luciferin
ATP
Oxyluciferin
Signalintensität
Sulfurylase
Luciferase
ATP
Lichtsignal
Zugegebene Nukleotide
Zeit
Bei Einbau des zugegebenen Nukleotids läuft eine enzymatische Reaktion ab, die zu Lichtfreisetzung führt. Das Lichtsignal
wird als Peak im Pyrogramm dargestellt. Jeder Peak des Pyrogramms steht für den Einbau des zugegebenen Nukleotids. Die
Peakhöhe korreliert mit der Anzahl eingebauter Nukleotide.
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Methoden
Quantitative Real-time PCR (qPCR)
Für die Quantifizierung von Genabschnitten oder
Transkripten findet die Real-Time-PCR Anwendung.
Häufig verwendete Geräte sind LightCycler (Roche),
LightCycler 480II (Roche), Taqman 7900HT (Life
Technologies) und ViiA7 (Life Technologies). In diesen
Geräten findet die Detektion von PCR-Produkten über
Fluoreszenzsignale statt, entweder sequenzunspezifisch (z.B. über SYBR Green) oder sequenzspezifisch
mittels fluoreszenzmarkierter Sonden. Die Anregung
erfolgt über Laser, LED- oder Halogen-Lampen. Bei der
sequenzspezifischen Detektion werden Sonden eingesetzt, die zu einem Abschnitt der zu analysierenden
DNA bzw. cDNA komplementär sind. Die Zunahme des
Fluoreszenzsignals im Verlauf der Reaktion ist proportional zur Menge des entstehenden PCR-Produkts und
kann im Verlauf der Reaktion in Echtzeit verfolgt werden.
Durch die qPCR können z.B. chromosomale
Fusionsgene bzw. deren Transkripte, die bei vielen
Leukämie- und Lymphomformen entstehen, analysiert werden, was für das Monitoring der Erkrankung
eine wichtige Rolle spielt. Hierdurch kann z.B. das
Ansprechen auf die Behandlung einer BCR-ABL-positiven Leukämie mit Imatinib oder einer PML/RARαpositiven Promyelozyten-Leukämie mit ATRA überwacht werden. Auch aberrante Zellklone im Sinne
einer Minimal Residual Disease (MRD) können sehr
sensitiv detektiert werden.
Lightcycler®-Technologie
Der Nachweis bekannter Polymorphismen und
Mutationen mittels Lightcycler®-Technologie erfolgt
aus genomischer DNA durch PCR-Amplifikation,
Sondenhybridisierung und anschließender Schmelzkurven-Analyse. Für die Detektion von Varianten wird
jeweils ein Fluoreszenz-markiertes Sondenpaar benötigt, das aus einer Donor- und einer Akzeptorsonde
besteht. Deren Sequenz ist so gewählt, dass sie in
geringem Abstand nebeneinander an das PCRFragment binden. Dabei kommt das FluoresceinMolekül der Akzeptor-Sonde in räumliche Nähe des
Fluoreszenzfarbstoffs der Donor-Sonde (z.B. LCRed640). Nach Anregung des Fluoresceins bei 470 nm
wird die Energie durch einen Fluoreszenz-ResonanzTransfer (FRET) auf den benachbarten Farbstoff übertragen, der dann bei seiner charakteristischen
Wellenlänge Fluoreszenzsignale emittiert. Diese sind
messbar, solange beide Sonden an die Komplementärsequenz gebunden sind. Die Bestimmung des Genotyps
erfolgt durch eine Schmelzkurvenanalyse. Dazu wird
nach Ablauf der PCR-Reaktion die Temperatur im
Ansatz schrittweise erhöht, so dass die Sonden
abschmelzen. Dadurch wird der FluoreszenzResonanz-Transfer unterbrochen und die Fluoreszenzemission nimmt ab. Der Verlust des Lichtsignals bei
einer spezifischen Temperatur wird zur Bestimmung
des Genotyps herangezogen. Da bei Fehlpaarung
einer Base die Sonde früher abschmilzt als bei vollständig homologer Basenpaarung, weichen die
Schmelztemperaturen zwischen den verschiedenen
Genotypen voneinander ab. Der homozygote WildtypGenotyp (wt/wt) bzw. der homozygot-variante
Genotyp (mut/mut) weist nur einen Schmelzkurvenpeak auf, der heterozygote Genotyp (wt/mut) zeigt
beide Signale (Abb. B).
LC Red 640
Akzeptor-Sonde
5‘
Fluorescein
Donor-Sonde
Primer
3
Mutation
3‘
5
Primer
5‘
LC Red 640
Fluorescein
Akzeptor-Sonde
Donor-Sonde
Primer
3
Wildtyp
3‘
5
Primer
Darstellung des Prinzips und der Genotyp-Bestimmung
mittels Lightcycler®-Technologie
LightCycler 480II: mit der neuen LC 480II-Technologie ist
es möglich 96 Proben in einem Ansatz zu untersuchen
(mit freundlicher Genehmigung der Fa. Roche Diagnostics,
Mannheim, Deutschland).
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Methoden
TaqMan®-Assay (Exonuklease Assay)
Ein weiteres Verfahren zum Nachweis bekannter
Einzelnukleotid-Austausche oder Punktmutationen ist
die allelspezifische Hybridisierung von fluoreszenzmarkierten DNA-Sonden (allelspezifische Oligonukleotidhybridisierung oder ASO). Bei dieser Technik
wird der PCR sowohl eine Wildtyp- als auch eine
mutationsspezifische Sonde zugesetzt, deren
Fluoreszenz erst sichtbar wird, nachdem die zuvor
spezifisch gebundene Sonde durch die DNAPolymerase im Zuge der Strang-Elongation abgebaut
wurde, und das Fluoreszenzmolekül freigesetzt wird .
Je nachdem, ob der Wildtyp oder die Variante/
Mutation vorliegt, erhält man unterschiedliche
Farbsignale, welche nach Anregung durch Laserlicht in
einer Photozelle detektiert werden. Die Genotypbestimmung erfolgt mittels Dot-Blot-Analyse.
Polymerisation
5’
3’
5’
Foward
Primer
R
Probe
R=Reporter
Q=Quencher
Q
3’
5’
Reverse
Primer
R
Verdrängung der Probe
3’
5’
Q
3’
5’
3’
5’
5’
Abspaltung des
Reportermoleküls
3’
5’
R
Q
5’
3’
3’
5’
3’
5’
5’
Vervollständigung der
Polymerisation
R
Q
RFLP-Analyse
Es gibt verschiedene Möglichkeiten, amplifizierte DNA
weiter zu untersuchen. Das technisch einfachste
Verfahren ist der Nachweis eines veränderten
Schnittmusters der DNA nach Verdau mit einem
Restriktionsenzym (Restriktionsfragmentlängenpolymorphismus oder RFLP). Restriktionsenzyme sind in
der Lage, hochspezifisch die Abfolge bestimmter
Basensequenzen zu erkennen und den DNADoppelstrang an dieser Stelle zu durchtrennen. Durch
Basenaustausche kann es folglich zum Hinzugewinn
oder Verlust einer Restriktionsschnittstelle kommen,
wodurch sich nach Restriktionsverdau die Länge der
DNA-Fragmente vom Wildtyp (Normalsequenz) unterscheidet. Diese Fragmente lassen sich nach
Größenauftrennung im Agarosegel durch Anfärbung
mit einem Fluoreszenzfarbstoff darstellen. Das RFLPVerfahren wird zur Detektion bekannter Basenaustausche sowie zur Bestätigung von neu identifizierten
Mutationen eingesetzt.
3’
5’
3’
5’
3’
5’
5’
Prinzip des 5'-3' Nuklease-Assays (AB7900HT). Die
TaqMan Sonde, die an die Zielsequenz zwischen den beiden PCR-Primern hybridisiert, enthält einen ReporterFarbstoff am 5’-Ende und einen Quencher-Farbstoff am
3’-Ende. Die räumliche Nähe von Reporter und Quencher
supprimiert die Fluoreszenz. Während der PCR-Reaktion
wird durch die 5’-3’ Exonuklease-Aktivität der DNAPolymerase die Sonde vom 5’ Ende her von der
Zielsequenz verdrängt und der Reporter vom Quencher
getrennt. Erst jetzt kann die Fluoreszenz des
Reportermoleküls detektiert werden. Die Zunahme der
Intensität der Fluoreszenz ist proportional zu der
Entstehung von PCR-Produkten. Prinzip des ExonukleaseAssays
62
Auswertung von Fluoreszenzsignalen eines ExonukleaseAssays durch Softwaregestütztes “Allele Calling”
RFLP von HFE-Amplifikaten im Rahmen der Hämochromatosediagnostik: die DNA-Banden werden nach
Restriktionsverdau entsprechend ihrer Größe mittels
Agarosegelelektrophorese aufgetrennt und mit
Ethidiumbromid angefärbt. Spur 1: Größenmarker; Spur
2: homozygot mutant; Spur 3: Wildtyp; Spur 4: Wildtyp
usw., Spur 10 und 13: heterozygot mutant.
Single-Cell Analyses (Einzelzellanalysen)
PCR-basierte Polkörper-(PKD) und Präimplantationsdiagnostik (PID) zum Auschluss einer monogen
bedingten Erkrankung
Durch die Untersuchung der beiden Polkörper einer
Eizelle bzw. von einigen wenigen Trophektodermzellen
eines Embryos können schwere Einzelgenerkrankungen
im Rahmen einer künstlichen Befruchtung (ICSI) diagnostiziert werden. Dazu muss ein spezifisches PCRbasiertes Untersuchungssystem etabliert werden.
Dieses individuelle PID- oder PKD-Testsystem besteht
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Methoden
einerseits aus dem direkten Nachweis der bei den
Eltern oder einem Elternteil bekannten, krankheitsverursachenden Mutation durch PCR inkl. Fragmentlängenanalyse (bei Deletionen) bzw. EinzelnukleotidSequenzierung (bei Punktmutationen), zum anderen
aus der Analyse von Mikrosatellitenmarkern (indirekter Nachweis). Diese polymorphen genetischen
Merkmale in der direkten Umgebung der bekannten
Mutation werden mit Hilfe einer Fragmentlängenanalyse genotypisiert. Die Kombination der beiden
Nachweistechniken nutzt das Phänomen der genetischen Kopplung zweier eng benachbarter genetischer
Loci, wodurch sich die diagnostische Sicherheit der
PKD bzw. der PID erheblich erhöht.
Array-CGH-basierte Polkörper- und Präimplantationsdiagnostik zum Ausschluss einer Aneuploidie/
Translokation
Einzelne Polkörper oder mehrere Trophektodermzellen werden lysiert und die darin enthaltene DNA
mittels eines Gesamtgenomamplifikation vervielfacht.
Dann werden eine Referenz-DNA und die
Amplifikationsprodukte unterschiedlich fluoreszenzmarkiert. Es folgt eine Array-basierte vergleichende
Genom-Hybridisierung (aCGH), welche mit einem BAC
(Bacterial Artificial Chromosome)-Array durchgeführt
wird. Der verwendete Array beinhaltet BAC-Klone
inklusive Kontrollen mit einem durchschnittlichen
Klonabstand von 500 - 1000 kb, was die Detektion von
unbalancierten Chromosomen / Chromosomen-stücken erlaubt.
Sequenzspezifische Primer (SSP)-PCR
Die SSP-PCR beruht auf dem Prinzip, dass - unter stringenten Reaktionsbedingungen - lediglich Oligonukleotid-Primer, deren Sequenz vollständig komplementär
zur Zielsequenz der Test-DNA ist, an diese DNA binden
und in einer PCR ein Amplifikat generieren. Nicht
komplementäre Oligonukleotide hingegen können
nicht binden, weshalb keine Amplifikation erfolgt. Der
Nachweis von spezifisch amplifizierter DNA erfolgt
durch Agarosegelelektrophorese mit anschließender
DNA-Färbung durch den interkalierenden Farbstoff
Ethidium-Bromid. Das Bandenmuster wird mittels
einer Software auf der Grundlage von Primersequenzen ausgewertet, welche ständig in Anlehnung
an die HLA-Nomenklatur aktualisiert wird.
HLA-B Locus, SSP-Amplifikate: Die hochmolekularen
Banden stellen die internen Kontrollen dar, die kleineren
Banden jeweils spezifische PCR-Produkte. Anhand des
Bandenmusters, welches den Bindungsspezifitäten entspricht, lässt sich die Sequenz der Primerbindungsstellen
und damit der HLA-Genotyp ermitteln.
Southern-Blot-Analyse
Komplexe Fragestellungen wie die Bestimmung der
Anzahl von Gen-Kopien, der Länge von TrinukleotidExpansionen oder die Untersuchung des DNAMethylierungsstatus können mit Hilfe der SouthernBlot-Analyse geklärt werden. Im Gegensatz zur DNASequenzierung ist bei der Southern-Blot-Analyse kein
Amplifikationsschritt nötig. Der Nachweis erfolgt
direkt an genomischer DNA, die zuvor einem
Restriktionsverdau unterzogen wurde. Die Wahl der
Restriktionsenzyme orientiert sich an der Fragestellung, welche DNA-Sequenzen untersucht werden
sollen. Dem Restriktionsverdau schließt sich die
Auftrennung der verdauten Fragmente auf einem
Agarosegel an, die im zweiten Schritt mittels dem
eigentlichen Southern-Blot-Verfahren auf eine
Nylonmembran übertragen werden. Beim KapillarBlot nützt man einen Flüssigkeitsstrom (Kapillareffekt), der ausgehend von einem Reservoir an
Pufferlösung über das Gel und die Membran bis hin zu
einem Stapel von Papiertüchern läuft. Die DNA wird
dabei mitgezogen und bleibt auf der Oberfläche der
Nylonmembran hängen. Vor der Hybridisierung mit
der markierten Sonde wird die DNA mittels Hitze oder
UV-Behandlung auf der Membran fixiert. Neben den
klassischen radioaktiven Verfahren werden Sonden
zunehmend nichtradioaktiv markiert, wobei die
Detektion indirekt über einen fluoreszenzmarkierten
Antikörper erfolgt. Nach der Hybridisierung und mehreren Inkubations- und Waschschritten erfolgt die
Detektion durch Auflegen eines Röntgenfilmes auf die
Nylonmembran. Nach der Entwicklung kann das
Bandenmuster anhand des geschwärzten Filmes ausgewertet werden.
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Flüssigkeitsstrom
Methoden
Papiertücher
Membran
Gel
Puffer
Transfer der DNA auf eine Nylonmembran
mittels Southern Blotting
Auftrennung der verdauten
genomischen DNA im Agarosegel
Sonde
Visualisierung des Bandenmusters
mittels Autoradiographie
spezifische Bindung der
Sonde an den Zielsequenzen
Inkubation der Membran
mit markierter Sonde
Prinzip der Southern-Blot-Hybridisierung, die nach wie vor zum Nachweis von größeren genetischen Rearrangements,
Deletionen oder Insertionen eingesetzt wird (z.B. Triple-Repeat-Erkrankungen).
Therapeutisches Drug Monitoring (TDM)
mittels Massenspektrometrie
Mittels TDM kann der Wirkstoffspiegel eines
Medikaments im Blutplasma oder -serum nachgewiesen werden. Dies dient dazu, eine möglichst effiziente
und nebenwirkungsarme Therapie sicherzustellen.
Der Wirkstoffspiegel kann durch verschiedenste endogene und exogene Faktoren beeinflusst werden. Vor
allem die Aktivität der am Arzneistoffwechsel beteiligten Enzyme und die Kapazität der Transportmoleküle
sind entscheidend für die Bioverfügbarkeit eines
Medikaments. Niedrige Enzymaktivitäten korrelieren
häufig mit hohen Wirkspiegeln und sind oftmals mit
Nebenwirkungen assoziiert, während hohe
Enzymaktivitäten zu niedrigen Serumspiegeln und
Therapieversagen führen können. Arzneimittel-,
Phytopharmaka- und Nahrungsmittel-Interaktionen
sowie die genetische Disposition des Patienten haben
großen Einfluss auf die Stoffwechselrate von Enzymen
und die Kapazität von Transportmolekülen, wodurch
die Wirkspiegel deutlich verändert sein können. Die
Messung des Medikamentenspiegels ermöglicht entsprechende Anpassungen in der Dosis und
Medikamentenwahl. TDM kann dazu eingesetzt werden, den therapeutischen Effekt eines Medikaments
zu optimieren sowie Nebenwirkungen oder
Therapieversagen entgegen zu wirken. Treten trotz
Ausschluss von Interaktionen und sichergestellter
64
Compliance des Patienten Wirkspiegel außerhalb des
therapeutischen Fensters auf, kann die Untersuchung
der genetischen Disposition weitere Auskünfte über
die Ursache geben.
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neue_technologien_ngs_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:48 Seite 65
Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Innovative Technologien
Unsere Kernkompetenz liegt in Analysen mittels molekulargenetischer, zytogenetischer, durchflußzytometrischer und biochemischer Verfahren sowie in der
Anwendung moderner analytischer Technologien der
molekularen Diagnostik wie z.B. Array-CGH, SNPArray, Next Generation Sequencing, TandemMassenspektrometrie oder Whole Genome
Expression Profiling. Von Beginn an wurden höchste
Anforderungen an die Qualität der Dienstleistung
gestellt und durch die EFI-Akkreditierung im Jahr
2000, eine Zertifizierung nach DIN EN ISO 9001
(2001), die 15189-Akkreditierung als medizinisches
Laboratorium (2003, 2005) und ein allgemeingültiges
GMP-Zertifikat (2008) auch umgesetzt.
Next Generation Sequencing (NGS)
Roche 454 Sequenziersysteme verwenden EmulsionsPCR (emPCR) für die klonale Amplifikation der Proben,
gefolgt von hoch-parallelem Pyrosequencing. Während
der emPCR wird die zu sequenzierende DNA an spezifische Beads gebunden und klonal amplifiziert. Die
DNA tragenden Beads werden dann angereichert und
in spezielle Reaktionskammern auf sog. Pico Titre
Plates (PTP) befördert, welche alle für die
Sequenzierung benötigten Reagenzien enthalten.
Anschließend werden sequenziell FluoreszenzDesoxyribonucleotide (dATP, dTTP, dCTP, dGTP) zugegeben. Bei Komplementarität zur Base des Templates
erfolgt der Einbau des korrespondierenden DesoxyNukleotids und die Emission eines Lichtsignals. Sind in
der zu sequenzierenden DNA mehrere aufeinanderfolgende, identische Nukleotide (Homopolymere) vorhanden, werden mehrere gleiche Nukleotide nacheinander eingebaut und das korrespondierende
Lichtsignal ist proportional stärker.
Roche GS FLX Titanium Sequencer
(Leseweite ca. 600 bp)
Durchsatz*: 0,3 - 0,7 Gb/Lauf (10 Std.)
GS FLX+ Titanium Sequencer,
Version mit längeren Leseweiten (> 1000 bp)
Durchsatz*: 0,3 - 0,7 Gb/Lauf (10 Std.)
Roche 454 Junior Benchtop Sequencer
(Leseweite ca. 600 bp)
Durchsatz*: 0,03-0,05 Gb/Lauf (8 Std.)
Bei der Illumina Sequencing-by-Synthesis (SBS)Methode wird die fragmentierte-Template DNA über
spezifische Adaptoren kovalent an einen Glasobjektträger (FlowCell) gebunden, auf dem die Sequenzierreaktion stattfindet. Von dem gebundenen Startmolekül ausgehend werden durch einen PCR-ähnlichen Schritt Cluster aus identischen Molekülen gebildet (Bridge Amplification). Die Sequenzierung erfolgt
zyklisch und nutzt reversible Terminatorchemie sowie
fluoreszenzmarkierte Nukleotide. In jedem Zyklus
wird genau ein Nukleotid komplementär zu der
Template-DNA eingebaut. Ein besonderes Merkmal
der SBS-Methode ist die sog. “paired-endSequenzierung”. Hierbei werden die zu sequenzierenden DNA-Fragmente von jeder Seite mit einer vorher
festgelegten Leseweite von 100-250 bp sequenziert.
Je nach Größe der DNA-Fragmente können diese
Reads überlappen oder durch einen nicht-sequenzierten DNA-Teil (Insert) getrennt sein. Dieser Ansatz bietet Vorteile bei der bioinformatischen Auswertung
und kann die Genauigkeit der Analysen signifikant
erhöhen.
MiSeq Benchtop Sequencer
(Leseweite ca. 2 x 250 bp)
Durchsatz*: 4 - 8 Gb/Lauf (40 Std.)
Genome Analyzer IIx
(GAIIx, Leseweite ca. 2 x 150 bp)
Durchsatz*: 50 - 90 Gb/Lauf (14 Tage)
Zum Vergleich:
herkömmlicher ABI 3730xl 96-Kapillar-Sequencer
(Leseweite ca. 800 bp)
Durchsatz: < 0,0001 Gb/Lauf (8 Std.)
*Durchsatz bei NGS bezieht sich auf 1-fache
Abdeckung (Coverage) je Base. Für die Diagnostik wird
mindestens 20-fache Coverage gefordert.
Einsatz von Next Generation Sequencing
(NGS) in der Diagnostik#
Auf Grund des hohen Durchsatzes der in unserem
Haus verfügbaren Technologien besteht die
Möglichkeit einer
Multi-Gen-Panel-Sequenzierung (MGPS), d.h. die
gleichzeitige Sequenzierung einer Vielzahl von Genen,
die bisher nur stufenweise mit entsprechendem
Aufwand untersucht werden konnten,
ultratiefen Sequenzierung (Deep Sequencing) einzelner Gene (z.B. mit einer 1.000-fachen Coverage) zum
Nachweis eines geringgradigen Mosaiks (5%), welches
einen milden Phänotyp verursachen kann oder zum
Nachweis von klinisch relevanten Minoritäten (somatische Mutationen) im Tumorgewebe,
Haplotyp-Information bei hochvariablen Gen-Loci
(z.B. MHC-Locus),
Exom-Sequenzierung (Whole Exome [WES] oder
Clinical Exome [CES]) bei klinisch und genetisch sehr
heterogenen Krankheitsbildern wie z.B. schwere
Entwicklungsstörungen.
benötigtes Material: 1 ml EDTA-Blut
# der generelle Einsatz von NGS in der Regelversorgung ist derzeit noch Gegenstand von Verhandlungen mit den Kostenträgern. Eine Untersuchung ist derzeit nur nach Rücksprache
und mit einer Kostenübernahmeerklärung möglich.
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neue_technologien_ngs_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:48 Seite 66
Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Multi-Gen-Panel-Sequenzierung (MGPS, s. auch Molekulargenetik)
Alport-Syndrom
Dr. med. Julia Höfele
Beim Alport-Syndrom handelt es sich um eine progressive hereditäre Nephropathie. Klinische Zeichen sind
zunächst Proteinurie und Hämaturie, im weiteren Verlauf entwickeln die Patienten ein terminales
Nierenversagen (ESRD). Zusätzlich werden extrarenale Manifestationen, wie Innenohr-Schwerhörigkeit und
Augenveränderungen (Lenticonus anterior) beobachtet. Ursache sind vor allem Veränderungen im Typ IVKollagen, die zu strukturellen Defekten in der glomerulären Basalmembran führen (COL4A3, COL4A4, COL4A5).
Abhängig vom ursächlichen Gen werden ein X-chromosomaler, ein autosomal-rezessiver und ein autosomaldominanter Erbgang unterschieden. Mutationen im MYH9-Gen verursachen u.a. das Fechtner-Syndrom, welches
durch Makro-Thrombozytopenie, ggf. Glomerulonephritis, Schwerhörigkeit und Katarakt gekennzeichnet ist.
Erkrankung
OMIM-P
Alport-Syndrom
203780(AR)/104200(AD)
104200(AR)/203780(AD)
301050(XR)
600208/153640/153650
ICD-10
Q87.8
*auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
Gen
COL4A3*
COL4A4*
COL4A5*
MYH9*
OMIM-Gen
120070
120131
303630
160775
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons und konservierten Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Alport-Syndrom mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch
Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Angeborene Fehlbildungen der Nieren und ableitenden Harnwege (CAKUT)
Dr. med. Julia Höfele
Angeborene Fehlbildungen der Nieren und ableitenden Harnwege (congenital anomalies of the kidney and urinary tract, CAKUT) werden bei ca. 3-6:1.000 Neugeborene beobachtet und sind die Hauptursache für chronisches
Nierenversagen im Kindesalter. Das phänotypische Spektrum von CAKUT reicht von vesikoureteralem Reflux bis
hin zur Nierenagenesie. CAKUT wird sowohl isoliert beobachtet als auch in Zusammenhang mit komplexen
Fehlbildungssyndromen. Zu mehreren Genen konnten inzwischen Mutationen identifiziert werden, die mit
CAKUT assoziiert sind.
Erkrankung
Kongenitale Fehlbildungen der Nieren und
ableitenden Harnwege (CAKUT)
Axenfeld-Rieger-Syndrom Typ 3
OMIM-P
ICD-10
602482
Q13.8
146255
137920
191830
610878
613674
191830
*auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
66
Q63.9
Gen
OMIM-Gen
FOXC1*
601090
BMP4
ETV4
ETV5
GATA3
GDNF
HNF1B*
PAX8
RET*
ROBO2
SIX2
SOX17
UPK2
UPK3A
112262
600711
601600
131320
600837
189907
167415
164761
602431
604994
610928
611558
611559
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Denys-Drash-Syndrom
Frasier-Syndrom
Wilms-Tumor
194080
136680
194070
Q87.8
Q56.1
C64
Branchio-oto-renales Syndrom Typ 1
Branchio-oto-renales Syndrom Typ 2
Branchio-oto-renales Syndrom Typ 3
Fraser-Syndrom
Manitoba-okulo-tricho-anales Syndrom
113650
610896
608389
219000
248450
Q87.8
Q87.8
Q87.8
607102
607102
607102
607830/608945
608944
Q79.4
CHRM3*
118494
ACE
AGT
AGTR1
REN
106180
106150
106165
179820
HPSE2*
613469
Q82.0
Renales Kolobom-Syndrom =
Papillorenales Syndrom
120330
191830
Q60.4
107480
Q87.8
Prune-Belly-Syndrom
100100
Renal tubuläre Dysgenesie
267430
267430
267430
267430
Q63.8
236730
---
*auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
WT1*
WT1*
WT1*
601653
600963
601205
FRAS1/FREM2
FREM1
153400
Urofaziales Syndrom
OMIM-Gen
Q87.0
Q87.8
Lymphödem-Distichiasis mit Nierenfehlbildung
und Diabetes mellitus
Townes-Brocks-Syndrom
Gen
EYA1
SIX5
SIX1
FOXC2
PAX2
SALL1
602402
167409
602218
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons und konservierten Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe CAKUT mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch Sondenhybridisierung
oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Arrhythmogene Erkrankungen
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Zu den arrhythmogenen Erkrankungen zählen zum einen die primären Arrhythmiesyndrome, bei denen es sich
um die Ionenkanalerkrankungen des Herzmuskels handelt, und zum anderen die Kardiomyopathien mit
Arrhythmierisiko. Die drei häufigsten Ionenkanalerkrankungen sind das Long-QT-Syndrom (LQTS), das BrugadaSyndrom (BrS) und die katecholaminerge polymorphe ventrikuläre Tachykardie (CPVT). Bei den Kardiomyopathien sind die hypertrophe Kardiomyopathie (HCM), die dilatative Kardiomyopathie (DCM) sowie die arrhythmogene rechtsventrikuläre Kardiomyopathie (ARVD) von besonderer Bedeutung. Die meisten Formen dieser
Erkrankungen folgen einem autosomal-dominanten Erbgang mit unvollständiger Penetranz und variabler
Ausprägung. Die wichtigsten ursächlichen Gene sind bereits seit einigen Jahren bekannt. Eine genetische
Diagnostik wird in den meisten Fällen als sinnvoll erachtet (s. Ackerman et al, Europace 13:1077, 2011). Sie dient
häufig zur Diagnosesicherung, kann aber auch prognostische oder therapeutische Bedeutung haben. Nach
Identifikation der ursächlichen Mutation beim Indexpatienten ist die gezielte Analyse der Blutsverwandten von
besonderem Nutzen bei den Ionenkanalerkrankungen. Aufgrund der therapeutischen Konsequenzen wird die
prädiktive Diagnostik auch bei Minderjährigen uneingeschränkt empfohlen. Bei den Kardiomyopathien hingegen
sollte die Indikation zur prädiktiven Diagnostik insbesondere bei Minderjährigen im Rahmen der genetischen
Beratung sorgfältig abgewogen werden. Einerseits kann es für die Interpretation einiger Mutationen hilfreich
sein, die Segregation in der Familie zu überprüfen. Andererseits ist aufgrund der eingeschränkten Therapiemöglichkeiten (Ausnahme: DCM mit LMNA-Mutation) der Nachweis einer Mutation eher belastend.
Die molekulargenetische Diagnostik aller hier verfügbaren arrhythmogenen Erkrankungen basiert auf der DNASequenzierung der bekanntermaßen ursächlichen Gene. Die Analyse bzw. die Auswertung der Ergebnisse erfolgt
indikationsbezogen und stufenweise. In den letzten Jahren hat sich die Zahl der Gene, die in ursächlichem
Zusammenhang mit den arrhythmogenen Erkrankungen stehen drastisch erhöht. Dennoch finden sich bei den
Ionenkanalerkrankungen (LQTS, BrS, CPVT) und der ARVD auch bei Analyse aller bekannter Gene 90-95% der
Mutationen in wenigen Haupt-Genen. Zur Erreichung einer möglichst hohen diagnostischen Sensitivität kann es
daher wie beim LQTS sinnvoller sein, die Haupt-Gene KCNQ1, KCNH2 und SCN5A auch auf große Deletionen zu
untersuchen, als möglichst alle bekannten Gene zu analysieren. Hinzu kommt, dass sich aus der Analyse der
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67
neue_technologien_ngs_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:48 Seite 68
Neue Technologien - Next Generation Sequencing
selten betroffenen Gene oft unklare Ergebnisse oder Zusatzbefunde ergeben. Folglich beschränken sich auch die
aktuellen Empfehlungen zur Diagnostik oft auf die Haupt-Gene. Im Gegensatz zu den Ionenkanalerkrankungen
sind die Ursachen der HCM und der DCM noch wesentlich heterogener. Hier bietet sich der Einsatz von NGS an.
Diese Technologie ermöglicht die parallele Analyse von derzeit über 50 kardiologisch relevanten Genen in einem
Ansatz. Hierzu zählt auch Titin, das größte menschliche Gen, das in ca. 25% der DCM-Fälle in ursächlichem
Zusammenhang gesehen wird. Allerdings ist die Interpretation der NGS-Ergebnisse nach wie vor eine große
Herausforderung. Beispielsweise ist derzeit eine Valdierung der TTN-Mutationen durch Segregationsanalysen
nötig. Daher sollte die Analyse dieses Gens eventuell auf größere Familien mit mehreren Betroffenen beschränkt
bleiben. Der Einsatz von NGS ist in ausgewählten Fällen auch bei den Ionenkanalerkrankungen vorteilhaft, wenn
die Differentialdiagnose schwierig ist und primär mehrere Verdachtsdiagnosen im Raum stehen.
Erkrankung
ARVD
ARVD9
ARVD8
ARVD10
ARVD11
ARVD12
ARVD5
Brugada
Brugada 1
Brugada 2
Brugada 3/LQT 8
Brugada 4
Brugada 5
Brugada 6
Brugada 7
Brugada 8
Brugada
Brugada
Brugada
Brugada
Brugada
Brugada
Brugada
Brugada
Brugada
CPVT
CPVT1
CPVT2
DCM
DCM1G
DCM1N
DCM1A
DCM1I
DCM1C
DCM1HH
DCM
DCM1EE
DCM1JJ
DCM1CC
DCM1W
DCM1KK
DCM
DCM
DCM1S
DCM1D
DCM1Y
DCM1MM
DCM1P
68
OMIM-P
609040
607450
610193
610476
611528
604400
601144
611777
611875/601005
611876
612838
613119
613120
613123
604772
611938
604145
607487
115200
604765
601493
613881
613252
615235
613122
611407
615248
613426
601494
611878
615396
609909
ICD-10
I42.8
I45.8
I45.8
I42.0
Gen
OMIM Gen
Diag. Sensitivität
PKP2*
DSP*
DSG2*
DSC2*
JUP*
TMEM43
602861
125647
125671
125645
173325
612048
30%
10-15%
10-15%
>1%
<1%
<1%
SSCN5A*
GPD1L*
CACNA1C*
CACNB2*
SCN1B*
KCNE3*
SCN3B*
HCN4
KCNJ8
CACNA2D1
RANGRF
KCNE1L
KCND3
KCNH2
SLMAP
TRPM4
SCN2B
600163
611778
114205
600003
600235
604433
608214
605206
600935
114204
607954
300328
605411
152427
602701
606936
601327
25%
<1%
1-2%
1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
RYR2*
CASQ2*
180902
114251
40-70%
7%
TTN
TCAP*
LMNA*
DES*
LDB3
BAG3
ANKRD1
MYH6
LAMA4
NEXN
VCL
MYPN
NEBL
ILK
MYH7*
TNNT2*
TPM1*
MYBPC3*
PLN
188840
604488
150330
125660
605906
603883
609599
160710
600133
613121
193065
608517
605491
602366
160760
191045
191010
600958
172405
>20%
<1%
3-8%
>1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
11%
4%
<1%
11%
<1%
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
HCM
HCM1
HCM2
HCM3
HCM4
HCM7
HCM8
HCM10
HCM11
HCM6
HCM12
HCM13
HCM14
HCM15
HCM16
HCM17
HCM18
HCM19
HCM20
HCM22
HCM
HCM
HCM
HCM
Long QT
LQT1
LQT2
LQT3
LQT4
LQT5
LQT6
LQT7/Andersen-Syndrom
LQT9
LQT10
LQT12
LQT
192600
115195
115196
115197
613690
608751
608758
612098
600858
612124
613243
613251
613255
613838
618873
613874
613875
613122
615248
192600
192500
613688
603830
600919
613695
613693
170390
611818
611819
612955
-
I42.2
I45.8
*auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
MYH7*
TNNT2*
TPM1*
MYBPC3*
TNNI3*
MYL3*
MYL2*
ACTC1*
PRKAG2
CSRP3
TNNC1
MYH6
VCL
MYOZ2
JPH2
PLN
CALR3
NEXN
MYPN
MYLK2
TCAP*
ANKRD1
ACTN2
160760
191045
191010
600958
191044
160790
160781
102540
602743
600824
191040
160710
193065
605602
605267
172405
611414
613121
608517
606566
604488
609599
102573
20%
5-10%
>1%
25%
2-7%
>1%
>1%
>1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
KCNQ1*
KCNH2*
SCN5A*
ANK2*
KCNE1*
KCNE2*
KCNJ2*
CAV3*
SCN4B*
SNTA1*
KCNE3*
607542
152427
600163
106410
176261
603796
600681
601253
608256
601017
604433
35%
25%
9%
<1%
>1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
<1%
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons und konservierten Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Arrhythmogene Erkrankungen mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung
durch Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Literatur
Abriel et al, Gene 517:1 (2013) / Beckmann et al, pädiat prax 80:31 (2013) / Campuzano et al, J Med Genet 50:280 (2013) /
Sikkema-Raddatz et al, Human Mutat online April (2013) / Kaufman et al. JACC 60:1419 (2012) / Herman et al, N Engl J Med
366:619 (2012) / Ackerman et al, Europace 13:1077 (2011) / Tester et al, Am J Cardiol 106:1124 (2010)
Ehlers-Danlos-Syndrom (EDS) Subtypen und allelische Erkrankungen
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Unter Ehlers-Danlos-Syndrom (EDS) wird eine klinisch und genetisch heterogene Gruppe von seltenen
Erkrankungen des Bindegewebes zusammengefasst, die durch Hyperelastizität der Haut, Gewebebrüchigkeit,
Überstreckbarkeit der Gelenke und eine unterschiedliche Beteiligung von Skelett-, Kardiovaskular-, und Gastrointestinalsystem sowie Lunge und Augen charakterisiert sind. Auf der Grundlage von klinischen, biochemischen
und molekulargenetischen Daten sowie dem Vererbungsmodus (autosomal-dominant, -rezessiv oder X-chromosomal) kann EDS in 13 Subtypen differenziert werden. Nach der vereinfachten Villefranche-Klassifikation werden diese in 6 Haupttypen unterteilt, wobei hier Mutationen in Genen für fibrilläre Kollagene oder Enzyme des
Kollagenstoffwechsels vorliegen. Während der letzten Jahre wurden zusehends neue EDS-Varianten molekulargenetisch und biochemisch identifiziert und charakterisiert, was zu einem erweiterten Verständnis der
Pathogenese bei EDS geführt hat, die über den Kollagenstoffwechsel hinausgeht. Da die klinische Abgrenzung der
einzelnen EDS-Typen oft schwierig ist, kann eine genetische Diagnostik unter Einsatz von NGS die Einordnung
erleichtern.
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69
neue_technologien_ngs_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:48 Seite 70
Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Vererbung
AD
COL5A1*
Gen
OMIM-Gen
EDS, klassischer Typ (EDS Typ I/II)
130000
130010
Q79.6
AD
COL5A2*
120190
130000
130020
Q79.6
AD
COL1A1*
120150
606408
Q79.6
Q79.6
AR
TNXB*
600985
EDS, klassischer Typ (EDS Typ I/II)
EDS, klassischer Typ (EDS Typ I)
EDS, hypermobiler Typ (EDS Typ III)
EDS mit Tenascin-X- (TNXB-) Defizienz
EDS, vaskulärer Typ (EDS Typ IV)
130000
130010
130050
Q79.6
Q79.6
AD
AD
COL3A1*
AR
PLOD1*
AR
ZNF469
EDS, kyphoskoliotischer Typ (EDS Typ VIA)
225400
Q79.6
EDS, kyphoskoliotischer Typ (EDS Typ VIB)
225400
Q79.6
AR
Brittle-Cornea-Syndrom 2 (BCS 2)
614170
Q79.6
AR
Nevo-Syndrom
Brittle-Cornea-Syndrom 1 (BCS 1)
EDS, muskulokontraktureller Typ;
D4ST1-defizienter EDS Typ;
Daumen-adduzierte Arthrogrypose Typ Dundar
(EDS Typ VIB, ATCS)
EDS mit Kyphoskoliose, Myopathie, und
Hörverlust; FKBP14-defizienter EDS Typ
(EDS KMH; EDS Typ VIB)
EDS, Spondylocheirodysplastische Form (SCD-EDS)
EDS, Arthrochalasis Typ (EDS Typ VIIA)
EDS, Arthrochalasis Typ (EDS Typ VIIB)
601451
229200
601776
Q87.3
Q79.6
Q79.6
614557
Q79.6
612350
Q79.6
130060
130060
AR
PLOD1*
600985
120180
153454
153454
ZNF469
612078
PRDM5
614161
AR
CHST14*
AR
FKBP14*
AR
SLC39A13*
612078
608429
614505
608735
COL1A1*
120150
AR
ADAMTS2*
604539
Q79.6
AD
Q79.6
TNXB*
120215
AD
COL1A2*
120160
EDS, Dermatosparaxis Typ (EDS Typ VIIC)
225410
Q79.6
EDS, Progeroide Form Typ 1 (mit XGPT-Defizienz)
130070
Q79.6
AR
B4GALT7
604327
Spondyloepimetaphysäre Dysplasie mit
Überstreckbarkeit der Gelenke (SEMDJL)
271640
Q77.7
AR
B3GALT6
615291
EDS mit Herzklappenbeteiligung (mit COL1A2Defizienz)
EDS, Progeroide Form Typ 2 (mit XGPT-Defizienz)
225320
615349
Q79.6
Q79.6
AR
AR
COL1A2*
B3GALT6
120160
615291
*auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Ehlers-Danlos-Syndrom (EDS) mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch
Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Literatur
Mayer in eLS 2012, John Wiley & Sons Ltd: Chichester (November 2012) http://www.els.net/ [DOI: 10.1002/
9780470015902.a0024295] (2012) / dePaepe and Malfait, Clin Genet 82:1 (2012) / Beighton et al, Am J Med Genet 77:31 (1998)
Epilepsien, genetisch bedingt
Dr. med. Imma Rost, Dr. rer. nat. Karin Mayer
Über alle Altergruppen verteilt haben Epilepsien eine Inzidenz von ca. 3%. Etwa die Hälfte der sog. idiopathischen
Epilepsien ist genetisch (mit-) bedingt. Bei den idiopathischen generalisierten Epilepsien sind die genetischen
Ursachen komplex und noch nicht gänzlich aufgeklärt; der Nachweis einer Mutation in einem der angeführten
Gene erlaubt bisher nur den Schluss auf ein erhöhtes Risiko, eine Epilepsie zu entwickeln (Suszeptibilitätsfaktoren). Monogen bedingte Epilepsien sind selten; sie umfassen nur ca. 1-2% der idiopathischen Epilepsien.
Unter diesen finden sich epileptische Enzephalopathien des Kindesalters (EIEE), die früh beginnen, einen schweren Verlauf zeigen, oft therapieschwierig sind und neben der fast immer vorhandenen Störung der kognitiven
70
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neue_technologien_ngs_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:48 Seite 71
Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Entwicklung weitere Komorbiditäten zeigen. Die klinische Differentialdiagnose kann schwierig sein, weshalb die
genetische Diagnostik auch mittels NGS zunehmend eine Möglichkeit der Ursachenklärung darstellt. Der
Nachweis einer Mutation kann eine Verdachtsdiagnose bestätigen, was bei einigen Formen eine gezielte Therapie
ermöglicht (z.B. beim Glucose-Transporter-Defekt). Zudem können weitere Diagnostik eingespart, eine prognostische Einschätzung und Aussagen zu einem eventuellen Wiederholungsrisiko gegeben werden.
Epileptische Enzephalopathien des Kindesalters (EIEE)
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Gen
OMIM-Gen
308350
309510
300004
G40.8
ARX*
300382
300672
G40.8
CDKL5*
300203
612164
G40.8
G40.8
SPTAN1*
STXBP1*
602926
607208
604403
G40.8
SCN1A*
182389
613720
G40.8
KCNQ2
602235
300088
G40.8
PCDH19*
300460
EIEE10
613402
G40.8
PNKP
605610
EIEE12
613722
G40.8
PLCB1 (Deletionen)1)
607120
EIEE1
Ohtahara-Syndrom
Partington-Syndrom
Proud-Syndrom
EIEE2
Atypisches Rett-Syndrom
EIEE4
Ohtahara-Syndrom
EIEE5
EIEE6
Dravet-Syndrom, SMEI
GEFS+
Panayiotopoulos-Syndrom
EIEE7
EIEE9
Epilepsie mit mentaler Retardierung bei
Mädchen (EFMR), atypisches Dravet-Syndrom
EIEE11
613477
613721
Diagnostik derzeit nur über Array-CGH möglich
*auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
1)
Weitere epileptische Enzephalopathien
G40.8
182810
SCN2A*
182390
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Gen
SLC2A1*
OMIM-Gen
Vitamin B6-abhängige Epilepsien
Pyridoxin-abhängige Epilepsie
Pyridoxal-5-Phosphat-abhängige Epilepsie
G40.8
266100
610090
G40.8
G40.8
ALDH7A1
PNPO
107323
603287
OMIM-P
ICD-10
Gen
OMIM Gen
SLC2A1*,**
138140
GABRG2**
GABRA1**
137164
137160
EFHC1**
608815
Glucose-Transporter-Defekt Typ 1
Rett-Syndrom, kongenitale Variante
Idiopathische generalisierte Epilepsien
Erkrankung
Frühkindliche Absence-Epilepsien
Idiopathische generalisierte Epilepsie Typ 12
Kindliche Absence-Epilepsien
Kindliche Absence-Epilepsie Typ 2
Kindliche Absence-Epilepsie Typ 4
(s. Juvenile Myoklonus-Epilepsie Typ 5)
Kindliche Absence-Epilepsie Typ 5
Kindliche Absence-Epilepsie Typ 6
Juvenile Absence-Epilepsie
606777
613454
614847
607681
611136
612269
611942
607631
G40.8
G40.3
G40.3
G40.3
FOXG1*
GABRB3**
CACNA1H**
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
** Mutationen in diesen Genen sind als Suszeptibilitätsfaktoren, nicht als alleinige Ursache zu werten
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138140
164874
137192
607904
71
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Fortsetzung Idiopathische generalisierte Epilepsien
Juvenile Myoklonus-Epilepsie
Juvenile Myoklonus-Epilepsie Typ 1,
Janz-Syndrom
Juvenile Myoklonus-Epilepsie Typ 5
(s. Kindliche Absence-Epilepsie Typ 4)
Juvenile Myoklonus-Epilepsie Typ 8
(auch: Idiopathische generalisierte Epilepsie Typ
11, Juvenile Absence-Epilepsie Typ 2)
254770
611136
G40.3
EFHC1**
GABRA1**
CLCN2**
607628
608815
137160
600570
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
** Mutationen in diesen Genen sind als Suszeptibilitätsfaktoren, nicht als alleinige Ursache zu werten
Idiopathische fokale Epilepsien
Erkrankung
BFNS
Benigne Familiäre Neonatale Anfälle Typ 1
Benigne Familiäre Neonatale Anfälle Typ 2
BFNIS
Benigne Familiäre Neonatale/Infantile Anfälle
ADNFLE
Autosomal-dominante nächtliche
Frontallappenepilepsie
Typ 1
Typ 3
Typ 4
ADLTE
Autosomal-dominante laterale
Temporallappenepilepsie
EFEVF
Autosomal-dominante familiäre fokale Epilepsie
mit variablen Foci
OMIM-P
ICD-10
Gen
OMIM-Gen
121200
121201
G40.3
KCNQ2
KCNQ3
602235
602232
607745
G40.3
SCN2A*
182390
CHRNA4
CHRNB2
CHRNA2
118504
118507
118502
600513
605375
610353
G40.8
600512
G40.8
LGI1
604619
604364
G40.9
DEPDC5
614191
*auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Epilepsien mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch
Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Hereditäre Sphärozytose (HS)
Dipl.-Biol. Birgit Busse, Dipl.-Biol. Wolfgang Rupprecht
Die hereditäre Sphärozytose (HS) ist die häufigste Ursache einer kongenitalen hämolytischen Anämie bei
Kaukasiern (Prävalenz ca. 1:2.000 bis 1:5.000). Es handelt sich um ein klinisch, biochemisch und genetisch heterogenes Krankheitsbild. Die molekulare Ursache liegt in einem Defekt der Erythrozytenmembranproteine, die bei
der Stabilisierung und Organisation der Plasmamembran eine zentrale Rolle spielen. Betroffene zeigen hauptsächlich eine normozytäre hämolytische Anämie, Ikterus und Splenomegalie. Häufig finden sich auch
Gallensteine. Die Klinik kann stark variieren von einer asymptomatischen Form bis hin zu einer schweren lebensbedrohlichen Anämie, die durch Transfusionen und Splenektomie behandelt werden muss.
72
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Erkrankung
hereditäre Sphärozytose Typ 1
hereditäre Sphärozytose Typ 2
OMIM-P
ICD-10
-
D58.0
612653
D58.0
182900
hereditäre Sphärozytose Typ 3
270970
hereditäre Sphärozytose Typ 5
612690
hereditäre Sphärozytose Typ 4
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
D58.0
D58.0
D58.0
Gen
OMIM-Gen
SPTB*
182870
ANK1*
612641
SPTA1*
182860
SLC4A1*
109270
EPB42*
177070
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Hereditäre Sphärozytose mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch
Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Migräne, familiäre hemiplegische (FHM)
Dr. med. Imma Rost, Dr. rer. nat. Karin Mayer
Die Familiäre Hemiplegische Migräne (FHM) ist definiert als eine seltene (Prävalenz ca. 1:1000) autosomaldominant vererbte Form der Migräne mit Aura und zusätzlich einer reversiblen Hemiparese bei mindestens zwei
erstgradig Verwandten. Sie gehört zu den Ionenkanalerkrankungen des ZNS. Klinisch, pathophysiologisch und
genetisch gibt es Gemeinsamkeiten mit den Epilepsien und anderen neurologischen Erkrankungen. Bisher sind
drei ursächliche Gene bekannt: CACNA1A (FHM1), ATP1A2 (FHM2) und SCN1A (FHM3). Da sich die Formen
klinisch wenig unterscheiden, kann bei der molekulargenetischen Abklärung die Untersuchung der drei Gene
mittels NGS in einem Ansatz erfolgen.
Erkrankung
FHM
Familiäre hemiplegische Migräne Typ 1
Familiäre hemiplegische Migräne Typ 2
Familiäre hemiplegische Migräne Typ 3
OMIM-P
141500
602481
609634
ICD-10
G43.1
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
Gen
OMIM-Gen
CACNA1A
ATP1A2
SCN1A*
601011
182340
182389
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Familiäre Hemiplegische Migräne mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung
durch Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Autosomal-rezessive primäre Mikrozephalien (MCPH) - Mikrozephalie-Kleinwuchs-Syndrome
Dr. med. Imma Rost, Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Die autosomal-rezessiven primären Mikrozephalien sind seltene genetisch heterogene Störungen des Großhirns,
die durch eine primäre, also angeborene Mikrozephalie gekennzeichnet sind. Der Kopfumfang liegt dabei bei
Geburt mindestens 2 Standardabweichungen unterhalb der Norm. Die kognitive Entwicklung ist meist beeinträchtigt, andere neurologische Symptome oder Fehlbildungen sind dagegen selten. Es besteht v.a. eine
Reduktion der grauen Substanz als Zeichen einer reduzierten Zahl von Neuronen; zusätzlich können als Zeichen
einer neuronalen Migrationsstörung z.B. auch Heterotypien, kortikale Dysplasien oder eine Polymikrogyrie gefunden werden. Da die klinische Unterscheidung der einzelnen Formen schwierig ist, kann eine genetische
Stufendiagnostik unterstützt durch NGS die Einordnung erleichtern.
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73
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
MCPH2
604317
Q02
MCPH1
251200
MCPH3
604804
Q02
Gen
OMIM-Gen
WDR62
613583
MCPH1
Q02
CDK5RAP2
607117
608201
MCPH4
604321
Q02
CASC5
609173
MCPH5
608716
Q02
ASPM*
605481
MCPH6
Seckel-Syndrom (SKCL) 4
609279
612703
Q02
Q87.-
CENPJ
MCPH7
608393
613676
Q02
STIL
181590
MCPH8
614673
Q02
CEP135
611423
MCPH9
Seckel-Syndrom (SKCL) 5
614852
613823
Q02
Q87.-
CEP152
613529
MOPD2
210720
Q87.-
MCPH10
615095
Q02
ZNF335
PCNT
610827
605925
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
Protein
Diag. Sensivität
WD repeat domaine 62
unbekannt
Cancer susceptibility candidate 5
unbekannt
Microcephalin
Cyclin dependent kinase
5 regulatory associated
protein 2
ca. 5%
ca. 5%
Abnormal spindle-like,
microcephaly associated
ca. 50%
Centromeric protein J
ca. 5%
SCL/TAL1 interrupting
locus
unbekannt
Centrosomal protein
152 Kd
unbekannt
Centrosomal protein
135 Kd
NRC-interacting factor 1
Pericentrin
unbekannt
unbekannt
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Mikrozephalien mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch
Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
MODY-Diabetes
Dipl.-Biol. Wolfgang Rupprecht, Dipl.-Biol. Birgit Busse
"Maturity-onset Diabetes of the Young" (MODY) bezeichnet eine autosomal-dominant vererbte Gruppe klinisch
heterogener nicht immer insulin-abhängiger Formen des Diabetes, die durch verschiedene Störungen der
Betazell-Funktionen im Pankreas charakterisiert werden. MODY ist die häufigste Form des monogenen Diabetes
und ist für bis zu 5% diabetischer Erkrankungen in Europa verantwortlich. Die verschiedenen Formen des MODYDiabetes werden nach ihrer Klinik und den entsprechenden von Mutationen betroffenen Genen klassifiziert.
Derzeit werden 13 Typen unterschieden, wobei MODY Typ 2 und 3 die häufigsten Formen darstellen.
Erkrankung
MODY-Diabetes Typ 1
MODY-Diabetes Typ 2
OMIM-P
ICD-10
125851
E11.9
606392
E11.9
125850
Gen
OMIM-Gen
GCK*
138079
E11.9
HNF4A*
E11.9
HNF1A*
HNF1B*
189907
KLF11*
603301
167413
MODY-Diabetes Typ 3
600496
MODY-Diabetes Typ 5
137920
E11.9
MODY-Diabetes Typ 7
610508
E11.9
MODY-Diabetes Typ 9
612225
E11.9
PAX4*
E11.9
BLK*
MODY-Diabetes Typ 4
MODY-Diabetes Typ 6
MODY-Diabetes Typ 8
MODY-Diabetes Typ 10
MODY-Diabetes Typ 11
MODY-Diabetes Typ 12
MODY-Diabetes Typ 13
606394
609812
613370
613375
125853
125853
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
74
E11.9
E11.9
E11.9
E11.9
E11.9
PDX1*
NEUROD1*
CEL*
INS*
ABCC8*
KCNJ11*
600281
142410
600733
601724
114840
176730
191305
600509
600937
.
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe MODY-Diabetes mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch
Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Nephrotisches Syndrom
Dr. med. Julia Höfele
Das nephrotische Syndrom beruht auf einer Dysfunktion des glomerulären Filters der Nieren, wodurch es zum
exzessiven Verlust von Plasmaproteinen mit großer Proteinurie und Hypalbuminämie kommt. Zusätzlich können
Ödemen und eine sekundäre Hyperlipidämie auftreten. Bei 58% der Patienten mit einem steroid-resistenten NS
zeigt sich ein rascher Verlust der Nierenfunktion bis hin zum Nierenversagen. Entsprechend den verschiedenen
Erkrankungsursachen lässt sich das idiopathische (primäre) NS von symptomatischen (sekundären) Formen im
Rahmen anderer Grunderkrankungen (immunologische Systemerkrankungen, metabolische Erkrankungen,
chronische Infektionen, Intoxikationen) und vom kongenitalen NS abgrenzen.
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Nephrotisches Syndrom Typ 2
600995
N04.9
Nephrotisches Syndrom Typ 1
256300
Nephrotisches Syndrom Typ 3
610725
Nephrotisches Syndrom Typ 4
Nephrotisches Syndrom Typ 5/Pierson-Syndrom
Coenzym-Q10-Mangel
Fokal segmentale Glomerulosklerose Typ 1
Fokal segmentale Glomerulosklerose Typ 2
Fokal segmentale Glomerulosklerose Typ 3
Fokal segmentale Glomerulosklerose Typ 5
256370
614199/609049
N04.9
602716
608414
WT1*
607102
N04.9
LAMB2*
N04.9
ACTN4*
604638
N04.9
CD2AP*
604241
N04.9
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
604766
PLCE1*
603965
613237
NPHS2*
N04.9
N04.9
607832
OMIM-Gen
NPHS1*
614650
603278
Gen
N04.9
N04.9
150325
COQ6*
614647
TRPC6*
603652
INF2*
610982
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Nephrotisches Syndrom mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch
Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Osteogenesis imperfecta (OI)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
OI oder Glasknochenkrankheit (Häufigkeit ca. 1:10.000) ist eine klinisch und genetisch heterogene Gruppe von
Erkrankungen mit erhöhter Knochenbrüchigkeit, die - abgesehen von sehr seltenen Sonderformen - autosomaldominant vererbt werden. Ursächliche Mutationen können in ca. 90% der Fälle in den Genen COL1A1 und
COL1A2 nachgewiesen werden, die häufig zur Substitution von Glycin in der Tripel-Helix-Domäne des Typ IKollagens führen. Die Schwere der klinischen Symptomatik hängt vom betroffenen Gen sowie von Art und
Lokalisation der Mutation ab (Genotyp-Phänotyp-Korrelation). Die seltenen, in der Regel autosomal-rezessiv vererbten Sonderformen sind meist durch spezifische klinische Merkmale charakterisiert. Die Analyse dieser Gene
wird derzeit in internationalen Leitlinien nur nach gründlicher klinischer Evaluierung empfohlen. Bei Patienten,
bei denen aufgrund der klinischen Symptomatik und des unklaren oder rezessiven Erbgangs auch seltenere
Formen der OI vorliegen könnten, kann eine umfangreiche Analyse der OI-Gene mittels NGS sinnvoll sein.
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
166200 / 166210 / 259420 / 166220
M78.0
OI Typ I-IV
166200 / 166210 / 259420 / 166220
OI Typ VII
610682
OI Typ I-IV
OI Typ VIII
OI Typ IX
610915
259440
Gen
OMIM-Gen
Diag. Sensivität
COL1A2*
120160
30%
M78.0
COL1A1*
M78.0
CRTAP*
M78.0
M78.0
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
LEPRE1*
PPIB*
120150
605407
610339
123841
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
60%
1%
<1%
<1%
75
neue_technologien_ngs_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:48 Seite 76
Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Osteogenesis imperfecta mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch
Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Porphyrien
Dipl.-Biol. Birgit Busse
Porphyrien werden durch Enzymdefekte der Häm-Biosynthese verursacht, wodurch es zur Akkumulation und
Ablagerung von Intermediärprodukten im Gewebe kommt. Die Porphyrien werden in akute und nicht akute
Porphyrien unterteilt. Je nach Typ und Noxen-Exposition treten abdominale, neurologische und/oder kutane
Symptome auf. Klinisch und laborchemisch gibt es zum Teil Überlappungen zwischen den verschiedenen
Porphyrie-Typen, so dass keine sichere Differentialdiagnose gestellt werden kann. Sollte das Metaboliten-Profil
aus Urin- und/oder Stuhlprobe keinen eindeutigen Hinweis auf einen bestimmten Porphyrie-Typ geben, kann zur
Abklärung eine genetische Diagnostik unter Einsatz von NGS zielführend sein.
Nicht akute Porphyrien
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Vererbung
Erythropoetische Protoporphyrie (EPP)
177000
300752
E80.2
AR
X-linked
176100
E80.2
AR
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Vererbung
Porphyria variegata (PV)
176200
E80.2
AD
Akute hepatische Porphyrie (ALA-DehydrataseDefizienz)
612740
E80.2
AR
Porphyria cutanea tarda (PCT)
Kongenitale erythropoetische Porphyrie (CEP)
Hepatoerythropoetische Porphyrie (HEP)
176100
263700
E80.2
E80.2
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
Akute Porphyrien
Akute intermittierende Porphyrie
Hereditäre Koproporphyrie (HCP)
176000
121300
E80.2
E80.2
AD
AR
Gen
OMIM-Gen
FECH*
ALAS2
612386
301300
UROD*
UROS
613521
606938
UROD*
613521
Gen
OMIM-Gen
PPOX
600923
AD
HMBS*
AD
CPOX
ALAD
609806
612732
125270
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Porphyrien mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch
Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
RASopathien
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Als „RASopathien“ wird eine klinisch und genetisch heterogene Gruppe von Erkrankungen bezeichnet, die durch
Keimbahnmutationen in Genen, die für Proteine des Ras/Mitogen-aktivierten Proteinkinase-Signalwegs codieren,
verursacht werden. Neben den aufgeführten Erkrankungen können die Neurofibromatose Typ 1 (NF1-Gen) und
das Legius-Syndrom (SPRED1-Gen) dieser Erkrankungsgruppe zugeordnet werden. Die klinischen Symptome
betreffen mehrere Organsysteme (Integument, kardiovaskuläres System, Skelett, Muskulatur, Gastrointestinaltrakt, ZNS, Auge). Bei einigen Syndromen liegen charakteristische kraniofaziale Merkmale vor, bei einigen besteht
ein erhöhtes Tumorrisiko. Klinisch gibt es starke Überlappungen zwischen den einzelnen Krankheitsbildern, die
eine sichere klinische Diagnose und damit eine gezielte Diagnostik erschweren können. Da zudem mehrere dieser Erkrankungen durch Mutationen in verschiedenen Genen des Ras/MAPK-Signalwegs verursacht sein können,
kann zur Abklärung eine Stufendiagnostik unter Einsatz des Next Generation Sequencing (NGS) sinnvoll sein.
76
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
LEOPARD-Syndrom Typ 1
LEOPARD-Syndrom Typ 2
LEOPARD-Syndrom Typ 3
151100
611554
613707
L81.9
Noonan-Syndrom Typ 1
Noonan-Syndrom Typ 4
Noonan-Syndrom Typ 5
Noonan-Syndrom Typ 3
Noonan-Syndrom Typ 7
Noonan-Syndrom
Noonan-Syndrom Typ 6
Noonan-Syndrom
Noonan-Syndrom Typ 8
163950
610733
611563
609942
613706
613224
615355
Q87.1
Neurofibromatose-Noonan-Syndrom
(NFNS)
601321
L81.9
Costello-Syndrom
Cardio-Fazio-Cutanes-Syndrom (CFC) Typ 1
Cardio-Fazio-Cutanes-Syndrom (CFC) Typ 2
Cardio-Fazio-Cutanes-Syndrom (CFC) Typ 3
Cardio-Fazio-Cutanes-Syndrom (CFC) Typ 4
218040
L81.9
Noonan-Syndrom-ähnliche Erkrankung
mit losem Anagenhaar
115150
615278
615279
615280
607721
Q87
613563
Q87
Noonan-Syndrom-ähnliche Erkrankung
mit oder ohne juvenile myelomonozytäre Leukämie (CBL-Mutation-assoziiertes
Syndrom)
Q87
Gen
OMIM-Gen
Diag. Sensivität
PTPN11*
RAF1*
BRAF*
176876
164760
164757
90 %
<5 %
<5 %
PTPN11*
SOS1*
RAF1*
KRAS*
BRAF*
MAP2K1 (MEK1)*
NRAS*
CBL*
RIT1*
176876
182530
164760
190070
164757
176872
164790
165360
609591
ca. 50 %
10-13 %
ca. 5 %
<5 %
<2 %
<2 %
<1 %
selten
ca. 5 %
PTPN11*
NF1*
176876
613113
selten
häufig
BRAF*
KRAS*
MAP2K1 (MEK1)*
MAP2K2 (MEK2)*
164757
190070
176872
601263
ca. 75 %
2-3 %
ca.25 %
ca.20 %
165360
k.A.
HRAS*
SHOC2*
CBL*
190020
602775
100 %
k.A.
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe RASopathien mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch
Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Angeborene thorakale Aortenerkrankungen (TAAD)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Thorakale Aneurysmen der Aorta ascendens mit Typ A-Dissektion (TAAD) können in Verbindung mit einem genetisch bedingten Syndrom oder isoliert vorkommen. Syndromale Bindegewebserkrankungen mit einem hohen
Risiko für TAAD sind das klassische Marfan-Syndrom (MFS), das Loeys-Dietz-Syndrom (LDS) und der vaskuläre
Typ des Ehlers-Danlos-Syndroms (EDS Typ IV). Für die isolierten Formen von TAAD, die in etwa 10-20% autosomal-dominant vererbt sind, wurden bisher neun Genorte lokalisiert und sieben Gene identifiziert: AAT3 auf
Chromosom 3p24-25 (TGFBR2-Gen), AAT4 auf Chromosom 16p13.13-p13.12 (MYH11-Gen), AAT5 auf
Chromosom 9q33-q34 (TGFBR1-Gen), AAT6 auf Chromosom 10q22-24 (ACTA2-Gen) und AAT7 auf Chromosom
3q21 (MYLK-Gen). Für AAT1 auf Chromosom 11q23-24 und AAT2 auf Chromosom 5q13-14 wurde noch kein Gen
identifiziert. 2011 und 2012 wurden zwei weitere Gene auf Chromosom 15q22.2–24.2 (SMAD3-Gen) und 1q41
(TGFB2-Gen) identifiziert. Da die klinische Differentialdiagnose oft schwierig ist, stellt die genetische Diagnostik
mittels NGS eine Möglichkeit der Ursachenfindung dar.
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Vererbung
Loeys-Dietz-Syndrom Typ 1A und 2A
(LDS1A, DS2A)
609192
608967
Q25.4
Marfan-Syndrom (MFS)
154700
Q87.4
Gen
OMIM-Gen
AD
TGFBR1*
190181
AD
FBN1*
134797
610168
610380
Q25.4
AD
TGFBR2*
190182
AD
TGFBR1*
190181
Familiäre Thorakale Aortendissektion Typ 3
(AAT3)
610380
I71.1
I71.2
I71.1
I71.2
AD
TGFBR2*
190182
AD
ACTA2*
102620
Familiäre Thorakale Aortendissektion Typ 4
(AAT4)
132900
I71.1
I71.2
I71.1
I71.2
AD
MYH11*
160745
AD
MYLK*
600922
Aneurysmen-Osteoarthritis-Syndrom (LoeysDietz-Syndrom Typ 1C) (AOS, LDS1C)
I71.1
I71.2
SMAD3*
603109
Arterial-Tortuosity-Syndrom (ATS)
208050
TGFB2*
190220
EFEMP2*
604633
Loeys-Dietz-Syndrom Typ 1B und 2B
(LDS1B, LDS2B)
Familiäre Thorakale Aortendissektion Typ 5
(AAT5)
608967
Familiäre Thorakale Aortendissektion Typ 6
(AAT6)
611788
Familiäre Thorakale Aortendissektion Typ 7
(AAT7)
613780
613795
Q25.4
AD
Loeys-Dietz-Syndrom Typ 4 (LDS4)
614816
Q25.4
AD
Cutis laxa Typ 1B (ARCL1B)
614437
Q82.8
AR
EDS, vaskulärer Typ (EDS Typ IV)
130050
Q79.6
Bikuspide Aortenklappe (AOVD1)
109730
I73.8
Q23.1
*auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
AR
SLC2A10*
AD
NOTCH1*
AD
COL3A1*
606145
190198
120180
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Angeborene thorakale Aortenerkrankungen (TAAD) mittels Sanger-Sequenzierung und ggf.
nach Anreicherung durch Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Literatur
Paterick et al, Am J Med 126:670 (2013) / Zhang et al, Frontiers Biosci 18, 305 (2013) / Jondeau and Boileau, Curr Atheroscler Rep
14:219 (2012)
Schwerhörigkeit (s. auch Molekulargenetik: Hörverlust)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Bilateraler, permanenter, sensorineuraler Hörverlust, mit einer Inzidenz von 1:500 Neugeborenen, stellt den eine
der häufigsten angeborenen Störungen dar. Bei Erwachsenen wächst die Prävalenz auf 3,5:1.000 an. Der Anteil
genetisch bedingter, sensorineuraler Taubheit beträgt ca. 50-70%. Nur ein kleiner Prozentsatz der prälingualen
Taubheit ist syndromal oder wird autosomal-dominant oder mitochondrial vererbt. Mehr als 70% genetisch
bedingter Taubheit ist nicht-syndromal, ca. 80% der nicht-syndromalen, genetisch bedingten Taubheit folgt
einem autosomal-rezessiven Erbgang. Mit der Untersuchung der Gene GJB2 und GJB6 (s. entsprechende
Einträge im Kapitel Molekulargenetik) können ca. 50% der Fälle mit autosomal-rezessiver, nicht-syndromaler,
sensorineuraler Taubheit aufgeklärt werden. Aufgrund der klinischen und genetischen Heterogenität angeborener Hörstörungen kann eine Stufendiagnostik unter Einsatz von NGS mit zusätzlicher Analyse von rund 70 Genen,
einschließlich mitochondrial codierter, sinnvoll sein.
Bei der Anforderung dieser Panels sind Stammbauminformationen und die Angabe umfassender klinischer Daten
dringend notwendig, um die Interpretationssicherheit zu gewährleisten.
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Autosomal-dominante Formen
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Vererbung
DFNA44
607453
H91.9
AD
DFNA9
601369
H91.9
AD
DFNA20/DFNA26
DFNA4B
Schwerhörigkeit, autosomal-dominant
604717
614614
DFNA2A
DFNA50
DFNA4A
DFNA17 (auch Makrothrombozytopenie und
progressive sensorineurale Taubheit,
s. syndromale Formen)
DFNA48
DFNA15
DFNA23
DFNA25
611051
COCH
603196
DFNA5
608798
AD
DIAPH1
602121
AD
EYA4
AD
614152
H91.9
AD
124900
DFNA28
CCDC50
AD
DFNA1
DFNA10
OMIM-Gen
H91.9
600994
Auditorische Neuropathie
H91.9
Gen
AD
−
DFNA5
DFNA64
H91.9
609129
601316
608641
600101
613074
600652
603622
607841
602459
605192
605583
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
AD
AD
AD
ACTG1
CEACAM16
CRYM
DIABLO
DIAPH3
GRHL2
AD
KCNQ4
AD
MYH14
AD
AD
AD
MIR96
102560
614591
123740
605219
614567
603550
608576
603537
611606
608568
MYH9*
160775
MYO1A
601478
SIX1
601205
AD
POU4F3
AD
SLC17A8
607557
AD
TJP2
602460
607709
DFNA51 (nur, wenn das Gen dupliziert ist)
613558
H91.9
AD
AD
COL11A2
120290
DFNA3A (auch DFNB1A, s. autosomal-rezessive Formen)
601544
H91.9
AD
GJB2*
121011
612644
H91.9
AD
GJB3
603324
612643
H91.9
AD
GJB6**
604418
DFNA22 (auch DFNB37, s. autosomal-rezessive
Formen )
606346
H91.9
AD
MYO6
600970
601317
H91.9
AD
MYO7A*
276903
DFNA12 (DFNA8)
(auch DFNB21, s. autosomal-rezessive Formen)
601543
H91.9
AD
TECTA
602574
606705
H91.9
AD
TMC1
606706
DFNA6/14/38 (auch Wolfram-Syndrom,
s. syndromale Formen)
600965
H91.9
AD
WFS1*
606201
DFNA13 (auch DFNB53, s. autosomal-rezessive
Formen)
DFNA2B (auch Schwerhörigkeit mit peripherer
Neuropathie; auch autosomal-rezessiv digenische Vererbung mit GJB2-Gen s. 220290)
DFNA3B (auch DFNB1B, s. autosomal-rezessive
Formen; auch digenische Vererbung mit GJB2Gen s. 220290)
DFNA11 ( auch Usher-Syndrom Typ 1B,
s. syndromale Formen; auch DFNB2,
s. autosomal-rezessive Formen)
DFNA36 (auch DFNB7, s. autosomal-rezessive
Formen)
601868
H91.9
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (**bzw. als Deletions-/Duplikationsdiagnostik) (Regelleistung) anforderbar
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neue_technologien_ngs_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:49 Seite 80
Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Autosomal-rezessive Formen
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Vererbung
AR
GJB2*
Gen
OMIM-Gen
DFNB53 (auch DFNA13, s. autosomal-dominante
Formen)
609706
H91.9
AR
COL11A2
120290
612645
H91.9
AR
GJB6
604418
DFNB12 (auch Usher-Syndrom Typ 1D,
s. syndromale Formen)
601386
H91.9
AR
CDH23*
605516
DFNB37 (auch DFNA22, s. autosomal-dominante
Formen)
607821
H91.9
AR
MYO6
600970
DFNB2 (auch Usher-Syndrom Typ 1B, s. syndromale Formen; auch DFNA11, s. autosomaldominante Formen)
600060
H91.9
AR
MYO7A*
276903
DFNB21 (auch DFNA12 [DFNA8],
s. autosomal-dominante Formen)
603629
H91.9
AR
TECTA
602574
DFNB7 (auch DFNA36, s. autosomal-dominante
Formen)
600974
H91.9
AR
TMC1
606706
DFNB29
DFNB31 (auch Usher-Syndrom Typ IID,
s. syndromale Formen)
614035
607084
H91.9
AR
CLDN14
605608
DFNB59
610220
H91.9
AR
DFNB59
610219
DFNB35
608565
H91.9
AR
ESRRB
602167
AR
GRXCR1
613283
AR
LHFPL5
609427
DFNB1A ( auch DFNA3A, s. autosomal-dominante
Formen; auch digenische Vererbung mit GJB3Gen, s. 220290, auch digenische Vererbung mit
GJB6-Gen, s. 609706 )
DFNB1B (auch DFNA3B, s. autosomal-dominante
Formen, auch digenische Vererbung mit GJB2Gen, s. 220290)
DFNB36 (auch autosomal-dominant)
DFNB15 (DFNB72; DFNB95)
DFNB25
DFNB39
220290
609006
601869
613285
608265
DFNB67
610265
DFNB77
613079
DFNB63
611451
DFNB49
610153
H91.9
H91.9
H91.9
AR/AD
H91.9
AR
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
612414
602666
AR
OTOA
607038
Gen
OMIM-Gen
SMPX
300226
H91.9
AR
AR
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Vererbung
DFNX4
300066
H91.9
XR
80
613072
MYO15A
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
304500
LOXHD1
LRTOMT
AR
H91.9
DFNX1
142409
H91.9
607101
X-Chromosomale Formen
HGF
608792
610572
DFNB30
607039
AR
GIPC3
606351
MARVELD2
H91.9
DFNB22
AR
ESPN
607928
AR
613718
600316
AR
WHRN*
H91.9
DFNB74
DFNB3
AR
121011
H91.9
XD
MSRB3
MYO3A
PRPS1
613719
606808
304500
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Syndromale Formen
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Vererbung
AR
SLC26A4*
Gen
OMIM-Gen
DFNB4 mit erweitertem vestibulären Aquädukt
(EVA), auch digenisch vererbt mit SLC26A4Gen, s. 605646; auch digenisch vererbt mit
KCNJ10-Gen, s. 602208)
600791
H91.9
AR
FOXI1
601093
600208
H91.9
AD
MYH9*
160775
Pendred-Syndrom (auch DFNB4 mit erweitertem
vestibulären Aquädukt (EVA); beide auch digenisch vererbt mit FOXI 1-Gen, s. 600791, auch
digenisch vererbt mit KCNJ10-Gen, s. 612780)
Makrothrombozytopenie und progressive
sensorineurale Taubheit
Wolfram-Syndrom
Usher-Syndrom Typ 1B (auch DFNB2,
s. autosomal-rezessive Formen; auch DFNA11,
s. autosomal-dominante Formen)
274600
222300
276900
H91.9
H91.9
H91.9
AR
AR
WFS1*
605646
606201
MYO7A*
276903
Gen
OMIM-Gen
MTCO1*
516030
MTTH
590040
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
Mitochondriale Formen
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Vererbung
nicht-syndromale mitochondriale Schwerhörigkeit
500008
H91.9
MT
nicht-syndromale mitochondriale Schwerhörigkeit
500008
H91.9
MT
nicht-syndromale mitochondriale Schwerhörigkeit
nicht-syndromale mitochondriale Schwerhörigkeit
nicht-syndromale mitochondriale Schwerhörigkeit
nicht-syndromale mitochondriale Schwerhörigkeit
500008
500008
500008
500008
H91.9
H91.9
H91.9
H91.9
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
MT
MTRNR1*
MT
MTTS1*
MT
MT
MTND1
MTTI
561000
590080
516000
590045
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Taubheit mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch
Sondenhybridisierung oder PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Ziliopathien
Dr. med. Julia Höfele
Zilien gehören zu den elementar wichtigen Zellorganellen und dienen z.B. in der Niere als Mechano-, Chemo- und
Osmosensoren. Sie spielen eine entscheidende Rolle bei zahlreichen Signalwegen, die für eine adäquate Organentwicklung, die Aufrechterhaltung der Gewebehomöostase und bei grundsätzlichen Entwicklungsprozessen
wichtig sind. Am Aufbau von Zilien sind zahlreiche Proteine und damit Gene beteiligt, was die klinische und v.a.
genetische Hetrogenität im folgenden angeführten Erkrankungen erklärt. Eine molekulargenetische Abklärung
mittels NGS kann die exakte Zuordnung erleichtern.
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
Senior-Løken-Syndrom (SLSN) Typ 1
Senior-Løken-Syndrom (SLSN) Typ 5
Senior-Løken-Syndrom (SLSN) Typ 6
Senior-Løken-Syndrom (SLSN) Typ 7
Nephronophthise Typ 2
Nephronophthise Typ 3
Nephronophthise Typ 4
266900
609254
610189
613615
602088
604387
606996
Q87.8
Nephronophthise Typ 1
Nephronophthise Typ 2
Nephronophthise Typ 3
Nephronophthise Typ 4
Nephronophthise Typ 7
Nephronophthise Typ 9
Nephronophthise Typ 11
Nephronophthise Typ 12
Nephronophthise Typ 13
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 3
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 7
Meckel-Gruber-Syndrom (MSK) Typ 6
Senior-Løken-Syndrom (SLSN) Typ 5
Senior-Løken-Syndrom (SLSN) Typ 6
Senior-Løken-Syndrom (SLSN) Typ 7
Polyzystische Nierenerkrankung
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 1
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 2
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 3
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 4
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 5
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 6
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 7
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 8
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 9
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 10
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 12
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 13
Joubert-Syndrom (JBTS) Typ 8
Nephronophthise Typ 12
Meckel-Gruber-Syndrom (MSK) Typ 1
Meckel-Gruber-Syndrom (MSK) Typ 3
Meckel-Gruber-Syndrom (MSK) Typ 4
Meckel-Gruber-Syndrom (MSK) Typ 5
Meckel-Gruber-Syndrom (MSK) Typ 6
Meckel-Gruber-Syndrom (MSK) Typ 7
Meckel-Gruber-Syndrom (MSK) Typ 8
Meckel-Gruber-Syndrom (MSK) Typ 9
Meckel-Gruber-Syndrom (MSK) Typ 10
Bardet-Biedl-Syndrom (BBS) Typ 15
256100
602088
604387
606966
611498
613824
613550
613820
614377
608629
611560
612284
609254
610189
613615
173900
613095
213300
608091
608629
609583
610188
610688
611560
612291
612285
300804
200990
614173
613885
613820
249000
607361
611134
611561
612285
267010
613885
614209
614175
209900
Q61.8
Q61.2
Q04.3
Q61.9
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
Gen
OMIM-Gen
NPHP1
IQCB1 (NPHP5)
CEP290 (NPHP6)
SDCCAG8 (NPHP10)
NPHP2 (INVS)
NPHP3
NPHP4
607100
609237
610142
613524
243305
608002
607215
NPHP1
INVS (NPHP2)
NPHP3
NPHP4
GLIS2 (NPHP7)
NEK8 (NPHP9)
TMEM67 (NPHP11, MKS3)
TTC21B (NPHP12)
WDR19 (NPHP13)
AHI1
RPGRIP1L (NPHP8)
CC2D2A
IQCB1 (NPHP5)
CEP290 (NPHP6)
SDCCAG8 (NPHP10)
PKD1*
PKD2*
INPP5E
TMEM216
AHI1
NPHP1
CEP290 (NPHP6)
TMEM67 (NPHP11)
RPGRIP1L (NPHP8)
ARL13B
CC2D2A
OFD1
KIF7
TCTN1
TCTN2
TTC21B (NPHP12)
MKS1
TMEM67 (NPHP11, MKS3)
CEP290 (NPHP6)
RPGRIP1L (NPHP8)
CC2D2A
NPHP3
TCTN2
B9D1 (MKSR1)
B9D2 (MKSR2)
WDPCP (BBS15)
607100
243305
608002
607215
608539
609799
609884
612014
608151
608894
610937
612013
609237
610142
613524
601313
173910
613037
613277
608894
607100
610142
609884
610937
608922
612013
300170
611254
609863
613846
612014
609883
609884
610142
610937
612013
608002
613846
614144
611951
613580
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus der Indikationsgruppe Ziliopathien mittels Sanger-Sequenzierung und ggf. nach Anreicherung durch Sondenhybridisierung oder
PCR mittels Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Ultratiefe Sequenzierung
Nachweis von Mosaiken bei Tuberöser Sklerose (TSC)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Mit den bisher eingesetzten Routineverfahren kann bei 15-20% der Patienten mit der klinisch gesicherten
Diagnose TSC keine genetische Ursache nachgewiesen werden. Bei einem Teil dieser Patienten liegen genetische
Mosaike vor, wobei der Anteil der Zellen mit Mutation im TSC1- oder TSC2-Gen im untersuchten Gewebe unter
der Nachweisgrenze der Sanger-Sequenzierung liegt. Ein weiterer Anteil von Mutationen befindet sich in den
regulatorischen Regionen beider TSC-Gene. Durch die Analyse der gesamten genomischen Regionen beider TSCGene mit einer Sequenziertiefe (coverage) von 1.000x und mehr ist es möglich, Mosaike mit < 5% Mutationslast
und Intronmutationen jenseits der Exon/Intron-Übergänge zu detektieren.
Methode
Aus genomischer DNA wird die gesamte genomische Region der Gene TSC1 und TSC2 mittels Long-Range-PCR
angereichert und mittels Next Generation Sequencing (NGS) mit einer coverage von mindestens 1.000 sequenziert (Illumina, MiSeq).
Literatur
Mayer et al, Eur J Hum Genet 20 (Supp1): Abstract P11.132, 287 (2012) / Qin et al, Hum Genet 127:573 (2010) / Mayer K et al,
Biochim Biophys Acta 1502:495 (2000)
Exom-Sequenzierung
Clinical Exome Sequencing (CES)
Dipl.-Bioinf. Sebastian Eck
Im Vergleich zu Whole Exome Sequencing (WES), bei der alle proteincodierenden Bereiche angereichert und
sequenziert werden, wird bei Clinical Exome Sequencing (CES) ein Subset des Exoms angereichert. Hierbei wurde
auf krankheitsassoziierte Gene fokussiert, die in der Human Gene Mutation Database (HGMD) beschrieben sind.
Die angereicherte Region umfasst hierbei derzeit 4.813 Gene und damit fast 62.000 Exons (weitere Informationen
und vollständige Genliste siehe auf www.illumina.com). Der Vorteil der CES liegt in der Vorauswahl von krankheitsrelevanten Genen, die die Interpretation der identifizierten Varianten erleichtert. CES ist flexibel einsetzbar
für verschiedene Indikationen wie ursächlich ungeklärte Entwicklungsstörungen sowie Erkrankungen, die durch
Mutationen in mehreren verschiedenen Genen bedingt sein können.
Da Entwicklungsstörungen sehr oft sporadisch, d.h. als Einzelfall in der Familie auftreten, ist es naheliegend,
Neumutationen in Genen, die z.B. bedeutsam für die Entwicklung und Verschaltung von Neuronen sind, als
häufige Ursache zu vermuten, zumal der Mensch eine hohe Neumutationsrate aufweist.
Mehrere Studien in den letzten beiden Jahren, in denen Patienten mit schwerer Intelligenzminderung (IQ<50)
mittels neuer Hochdurchsatz-Techniken wie der Exom-Sequenzierung untersucht wurden, konnten bestätigen, dass
dominante Neumutationen offenbar zu einem großen Teil zur Ursache der schweren Intelligenzminderung beitragen (z. B. Vissers L. et al, Nat Genet, 2010, de Ligt, J. et al, NEJM, 2012 und Rauch, A. et al, Lancet, 2012).
Während bei chromosomalen Trisomien das Risiko mit dem mütterlichen Alter steigt, nimmt die Rate an dominanten Neumutationen mit dem väterlichen Alter zu (Veltman JA et al, Nat Rev Genet, 2012). Bei den untersuchten Patienten wurden Varianten in verschiedenen Genen gefunden, wobei in der Studie von de Ligt et al bei 16%
der Patienten eine kausale Mutation in einem bereits im Zusammenhang mit Entwicklungsstörungen beschriebenen Gen gefunden wurde, bei Rauch et al bei 35% der Patienten. Man geht daher nach diesen Studien davon aus,
dass bis zu 50% der schweren, nicht-syndromalen Entwicklungsstörungen durch de novo Punktmutationen und
kleine Indels verursacht werden, wobei eine große genetische Heterogenität zu beobachten ist. Mutationen in
noch unbekannten bzw. nicht im Zusammenhang mit Entwicklungsstörungen bekannten Genen erfordern einen
immensen Aufwand, einschließlich funktioneller Tests, um den ursächlichen Zusammenhang zu beweisen, weshalb Whole Exome Sequencing (und noch mehr die Gesamtgenom-Sequenzierung) noch nicht für den
Routineeinsatz geeignet sind. Denkbar als Diagnostik ist aber die simultane Sequenzierung aller Gene, die mit
neurologischen bzw. Entwicklungsstörungen in Zusammenhang stehen und die bereits in den Datenbanken gelistet sind, mittels CES. Um bei der aufwendigen Auswertung vererbte genetische Varianten erkennen zu können,
sollten bei dieser Fragestellung immer Trios, d.h. das betroffene Kind und seine Eltern, untersucht werden.
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Neue Technologien - Next Generation Sequencing
Unter Anwendung von Next Generation Sequencing ist also zu erwarten, dass ein weiterer Anteil von wahrscheinlich ca. 30% der bisher ungeklärten schweren Entwicklungsstörungen ursächlich definiert werden kann. Die diagnostische Vorgehensweise könnte daher in Zukunft wie im Diagramm dargestellt, verlaufen. Vor der
Untersuchung mit CES muss immer eine genetische Beratung erfolgen. Inhalt der Beratung ist dabei auch, wie
mit zusätzlichen Informationen, die neben der eigentlichen Indikation bei der Untersuchung einer Vielzahl von
Genen anfallen können, umgegangen werden soll. Bei Minderjährigen würden z.B. entsprechend dem GenDG
Gene, die spätmanifestierende Erkrankungen verursachen können, nicht in die Auswertung einbezogen.
Zusätzlich zu der Diagnostik von Entwicklungsstörungen kann CES genutzt werden, um die bestehende Diagnostik
zu erweitern. Im Bereich der Epilepsien, Ziliopathien (Joubert-Syndrom) und weiteren Indikationen ist die
Sequenzierung von krankheitsrelevanten Genen, die im Clinical Exome enthalten sind, nach Rücksprache möglich.
Dabei werden ausschließlich die mit der jeweiligen Erkrankung assoziierten Gene in die Auswertung einbezogen.
Die Untersuchung mit CES ist keine Regelleistung der Krankenkassen; vor der Untersuchung muss daher eine
Kostenübernahme bei der Krankenversicherung beantragt werden.
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons einschließlich Spleißstellen der Gene aus dem Clinical
Exome über Sondenhybridisierung angereichert und mittels Next Generation Sequencing (NGS) sequenziert
(Illumina, MiSeq).
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Neue Technologien - Array-Verfahren
Array-Verfahren
Indikationen zur Array-CGH
Chromosomale Microarray-Analysen (CMA)
Zu einem der wichtigsten Methoden bei der genomweiten Analyse auf chromosomale Imbalancen (Copy
Number Variations, CNV) hat sich die chromosomale
Microarray-Analyse (CMA) entwickelt. Die heute zur
Verfügung stehenden kommerziellen Array-Plattformen basieren entweder auf nicht-polymorphen
Oligonukleotiden zum reinen CNV-Nachweis (CGHChips), auf polymorphen Oligonukleotiden zur genomweiten Genotypisierung und LOH-Nachweis (loss of
heterozygosity)(SNP-Chips) oder auf einer Kombination
aus polymorphen und nicht-polymorphen Oligonukleotiden (SNP+CGH-Chips, zytogenomische Arrays) zur
kombinierten Analyse auf CNV’s und LOH-Regionen.
Die Tabelle gibt einen Überblick der in unserem Labor
eingesetzten CMA-Plattformen
Hersteller
Plattform
Affymetrix
Cyto Scan HD
Oligo-,
SNPSonden
2600k
(2,6M)
davon
SNP-Sonden
(annotiert)
750k
Design
526 krebsassoziierte Gene
2640
Gene
Postnatal
(Regelleistung EBM/B€GO-Ziffer 11500)
- Isolierte Intelligenzminderung bei einem Kind
> 3 Jahren (IQ-Test < 70)
- Geistige Behinderung mit Dysmorphiezeichen in
mind. zwei Systemen
- Tiefgreifende Entwicklungsstörung des AutismusFormenkreises
- Fehlbildung/schwere Funktionsstörung des
Gehirns unbekannter Ursache
- Multiple angeborene Fehlbildungen
- Multiple dysmorphologische Merkmale bei
unauffälligem Karyotyp
- Sonstige (falls außerhalb der Regelleistung, ggf.
Kostenübernahmeerklärung erforderlich)
Pränatal
Derzeit keine Regelleistung der gesetzlichen
Krankenkassen, Kostenübernahmeerklärung der
Versicherung erforderlich.
Sonden- LOH/UPD
CNV
abstand Detektions- DetektionsØ
grenze
grenze
1,1 kb
> 5 Mb
< 20 kb
16 kb
nicht
möglich
< 200 kb
variabel
nicht
möglich
variabel
OMIM-
Illumina
BlueGnome
ISCA 4x180k
180k
0
500 krankheitsassoziierte
Regionen
Agilent
Custom Design
244k
105k
44k
15k
0
variabel
Vorteile
- sehr hohe Auflösung
- Detektion von CNVs
- Validierung der CNVs
durch SNP-Marker
- Detektion von
LOHs/UPDs, low-level
Mosaiken
- genauere Abklärung
von Bruchpunkten
- Genotypisierung; bei
Trio-Analysen direkte
Abklärung der
Vererbung
- Standardformat in
der Routinediagnostik
- mittlere Auflösung
- Detektion von CNVs
- sehr hohe Auflösung
- Detektion von CNVs
- regionenspezifische
Custom-Arrays
verfügbar
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Neue Technologien - Polkörperdiagnostik / Präimplantationsdiagnostik
Polkörperdiagnostik –
Präimplantationsdiagnostik
Die Polkörperdiagnostik (PKD) wird vor Abschluss der
Befruchtung der Eizelle durchgeführt. Bei der
Präimplantationsdiagnostik (PID) hingegen werden
embryonale Zellen nach Befruchtung, aber vor
Einnistung (Implantation) in die Gebärmutterschleimhaut untersucht. Beide Verfahren werden im Rahmen
einer künstlichen Befruchtung mittels intracytoplasmatischer Spermieninjektion (ICSI) durchgeführt.
Bei der PKD werden beide Polkörper der Eizelle untersucht, welche nach dem Eisprung (1. Polkörper) bzw.
nach dem Eindringen des Spermiums (2. Polkörper) im
Rahmen der Reduktionsteilung entstehen. Die
ursprüngliche Chromosomenzahl der Eizelle wird
dabei von 46 (2 x 23, diploider Chromosomensatz) auf
23 (haploider Chromosomensatz) reduziert. Dies ist
erforderlich, da Ei- und Samenzelle - wie jede andere
Körperzelle auch - ursprünglich 46 Chromosomen tragen, die vor der Befruchtung jeweils auf den halben
Chromosomensatz verringert werden müssen. Nach
Verschmelzen der Vorkerne von Ei- und Samenzelle
liegt wieder der ursprüngliche doppelte Chromosomensatz für den sich entwickelnden Embryo vor.
Dabei erhält der Embryo je eine Hälfte seines Erbguts
von seiner Mutter, die andere von seinem Vater. Die
PKD lässt nur Rückschlüsse auf das in der Eizelle verbliebene mütterliche Erbgut zu, die Beurteilung des
väterlichen Erbguts ist mit dieser Methode nicht
möglich.
Sowohl für die PKD als auch für die PID ist im Vorfeld
eine Beratung durch einen Facharzt für Humangenetik
erforderlich, bei der festgestellt wird, ob für die vorliegende Anlage bzw. Erkrankung die Untersuchung
technisch möglich und medizinisch indiziert ist.
Bei der PID sind weitere Voraussetzungen einzuhalten: Durchführung nur an lizenzierten Zentren,
Beratung durch einen nicht an der PID beteiligten
Arzt, positives Votum einer interdisziplinären Ethikkommission. Zum Zeitpunkt der Drucklegung (Januar
2014) war die Rechtsverordnung des Präimplantationsgesetzes (PräimpG) noch nicht umgesetzt (Termin:
Anfang 2014).
Translokationen/Inversionen
Aneuploidiediagnostik
- mütterliches Alter
- Implantationsversagen
- rezidivierende Fehlgeburten
Monogene (Einzelgen-) Erkrankungen
86
Indikationen für die Präimplantationsdiagnostik (PID)
Durch die Untersuchung von Trophoblastzellen können
sowohl mütterlich als auch väterlich vererbte Erkrankungen, sowie mütterliche und väterliche Erbanlagen
für Erkrankungen bei Nachkommen nachgewiesen
werden.
Indikationen für eine PID sind daher:
- bekannte chromosomale Translokation des Mannes
- väterlich übertragene Einzelgenerkrankungen
- autosomal-rezessiv vererbte Erkrankungen
Bei der Indikationsstellung handelt es sich um Einzelfallentscheidungen.
Methodische Besonderheiten bei PKD und PID
Die Herausforderung bei Durchführung einer PKD oder
PID liegt unter anderem darin, dass jeweils nur einzelne Zellen (Polkörper 1 und 2 bzw. Trophoblastzellen)
für die Untersuchung zur Verfügung stehen. Das Untersuchungsergebnis kann auch nicht an einer 2. Probe
oder mehreren Zellen überprüft werden. Trotz Erfüllung aller Qualitätskriterien, wie sie von der European
Society of Human Reproduction and Embryology
(ESHRE) gefordert werden, kann deshalb eine
Diagnose nicht vor dem Transfer der Eizelle bzw. des
Embryos bestätigt werden. Daher wird nach
Durchführung einer PID oder PKD und Eintritt einer
Schwangerschaft grundsätzlich eine Pränataldiagnostik (Chorionzottenbiopsie oder Fruchtwasserpunktion) empfohlen.
Für alle Einzelgenerkrankungen, bei denen Mutter
oder Vater erkrankt oder beide Anlageträger einer
Erbkrankheit sind, kommen molekulargenetische
Untersuchungsverfahren zum Einsatz. Dabei muss
stets ein für die Familie spezifisches Untersuchungssystem etabliert werden. Dieses individuelle PKDoder PID-Testsystem besteht einerseits aus dem
direkten Nachweis der bei den Eltern oder einem
Elternteil bekannten Mutation, zum anderen aus der
Analyse von Markern, d. h. charakteristischen, individuell unterschiedlichen genetischen Merkmalen in
der direkten Umgebung der bekannten Mutation
(indirekter Nachweis). Durch Kombination beider
Nachweisverfahren erhöht sich die diagnostische
Sicherheit der PKD bzw. der PID erheblich.
mütterlich
väterlich
X-chromosomal rezessiv
autosomal-rezessiv
autosomal-dominant Mutter Überträgerin
autosomal-dominant Vater Überträger
PKD
PID
-
+
+
+
+
-
-
-
(+)
+
-
+
+
-
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Neue Technologien - Nicht-Invasiver Pränataltest (NIPT)
Nicht-Invasiver Pränataltest (NIPT)
Ein Nicht-invasiver Pränataltest kann mittels moderner Hochdurchsatzverfahren (Next Generation
Sequencing - NGS) an zellfreier fetaler DNA (cffDNA),
die während der Schwangerschaft im mütterlichen
Blut bzw. Plasma vorhanden ist, die häufigsten chromosomalen Fehlverteilungen (Trisomie 13, 18 und 21)
nachweisen und damit das Eingriffsrisiko der invasiven Pränataldiagnostik vermeiden.
Die derzeit angebotenen Tests wurden an Kollektiven
mit einem erhöhten Risiko validiert; daher ist die derzeitige Indikation ein erhöhtes mütterliches Alter
bzw. ein auffälliges Ersttrimester-Screening.
Alle Testverfahren sind auf eine ausreichend hohe
Fraktion an fetaler DNA vor dem Hintergrund mütterlicher DNA angewiesen. Die fetale Fraktion steigt mit
der Schwangerschaftsdauer; sie sollte nicht unter 4%
liegen. Daher sollte die Blutabnahme (2x10 ml) nicht
vor der 9. Schwangerschaftswoche erfolgen.
Anbieter von Nicht-Invasiven Pränataltests
Nicht-Invasive Pränataltests werden derzeit von 5 verschiedenen Firmen vertrieben (s. Tabelle). Die
Testverfahren unterscheiden sich v.a. hinsichtlich der
Probenaufbereitung und der Analyseverfahren. Ariosa
und Natera verwenden ein vorgeschaltetes
Anreicherungsverfahren, bei dem Chromosomenspezifische Loci amplifiziert werden. Dies soll gegenüber dem Verfahren der massiven Parallelsequenzierung den Aufwand und damit die Kosten des Tests
reduzieren. Natera verwendet zusätzlich qualitative
Sequenzinformationen, womit auch bei einer niedrigen fetalen DNA-Fraktion eine ausreichende
Genauigkeit erzielt werden kann. Der Nachteil eines
vorgeschalteten Anreicherungsverfahrens ist jedoch
die Gefahr von Kontamination und Amplifikationsartefakten.
Vor dem Test muss eine genetische Beratung erfolgen. Das Ergebnis in Form eines Risiko-Scores wird
gemäß GenDG ausschließlich an den beratenden/
betreuenden Arzt übermittelt. Trotz der hohen
Sensitivität und Spezifität können sich sowohl falschpositive als auch falsch-negative Resultate ergeben,
weshalb die Tests derzeit auch nicht als diagnostisch
gelten. Daher sollte jeder auffällige Befund durch eine
invasive Pränataldiagnostik bestätigt werden. Eine
Mitteilung des kindlichen Geschlechts erfolgt in
Deutschland gemäß GenDG erst nach Abschluss der
12. Schwangerschaftswoche.
Bisher können nur Trisomien der Chromosomen 13,
18 und 21 festgestellt werden, außerdem werden die
Geschlechtschromosomen untersucht. Trisomien
oder Monosomien anderer Chromosomen sowie
Einzelgenerkrankungen werden nicht erfasst.
Bei Mehrlingsschwangerschaften ist ein nicht-invasiver Pränataltest derzeit noch nicht anwendbar. Ist der
Anteil der fetalen DNA im mütterlichen Blut zu gering
(< 4%), liefert ein nicht-invasiver Pränataltest kein verläßliches Ergebnis. Es muss zu einem späteren
Zeitpunkt der Schwangerschaft eine erneute
Blutprobe entnommen und analysiert werden.
Anbieter
Produktname
Methode
Statistik
Studienlage
geeignet ab SSW
Chromosomen
Sequenom (USA)
Materni21™ PLUS
MPSS
Lifecodexx (GER)
Verinata (USA)
MPSS
MPSS
PraenaTest®
Z-Score Test
Z-Score Test
> 10
>9
sehr gut
13,18,21,X,Y
Vergleich von NIPT-Testverfahren
Ariosa (USA)
Natera (USA)
Verifi® Test
Harmony™ Test
Panorama™ Test
NCV
Forte
Parental Support
PCR/MPS
gut
sehr gut
sehr gut
13,18,21,(X,Y)*
13,18,21,X,Y
13,18,21,X,Y
> 10
> 10
PCR/MPS
gut
>9
13,18,21,X,Y
* keine gonosomalen Aberrationen
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Neue Technologien - Nicht-Invasiver Pränataltest (NIPT)
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bioinformatik_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:53 Seite 89
Bioinformatik
Bioinformatik / Statistik
Bei der Bioinformatik handelt es sich um ein interdisziplinäres Feld der Wissenschaft, das Methoden für die
computergestützte Analyse, Organisation und
Speicherung von biologischen Daten entwickelt und
implementiert. Ein wichtiges Aufgabenfeld der modernen Bioinformatik ist die Entwicklung von spezifischer
Software für die Analyse und Extraktion von biologisch
oder klinisch relevanten Daten aus großen Mengen an
Rohdaten.
Die Bioinformatik hat sich zu einem essentiellen Gebiet
innerhalb der molekularen Biologie entwickelt und wird
besonders in der Genetik und Genomik eingesetzt.
Mithilfe von bioinformatischen Methoden und
Software wird die Sequenzierung und Annotation von
Genen und Genomen und die Identifikation der enthaltenen genetischen Varianten unterstützt. Auch die
Auswertung von weiteren genomweiten Untersuchung
wie Array-CGH, Identifikation von Repeat-Regionen, die
Suche nach speziellen Sequenzmustern (Promoterregionen, Transkriptionsfaktor- oder MikroRNABindestellen) oder die Erstellung von ProteinInteraktionsnetzwerken wird mittels bioinformatischer
Methoden und Algorithmen durchgeführt.
Die Bioinformatik benutzt und integriert dabei
Methoden aus der Informatik, Mathematik und (Bio-)
Statistik. Die Auswertung und Speicherung von biologischen Daten kann Algorithmen aus den Feldern Data
Mining, maschinelles Lernen, Datenbanktheorie und
künstliche Intelligenz beinhalten. Häufig benutzte
Programmiersprachen für die Implementierung von
bioinformatischer Software sind zum Beispiel Java, Perl,
Python, R, SQL oder MATLAB.
Sequence Alignment bei NGS
Eine Schlüsselstelle bei der Analyse von Next
Generation Sequencing-Daten ist das Sequence
Alignment, bei dem Millionen von sequenzierten
DNA-Fragmenten (Reads) mit einer ausgewählten
Referenzsequenz in angemessener Zeit abgeglichen
(Alignment) werden müssen. Das Problem hierbei ist,
einerseits die richtige Stelle des Referenz-Genoms zu
finden, von dem der Read stammt. Aufgrund der repetitiven Regionen des Genoms und der limitierten
Länge der Reads von wenigen 100 bp kommt es häufig vor, dass ein Read an mehrere Stellen des Genoms
ähnlich gut passt. Auf der anderen Seite muss während des Alignments ein gewisses Maß an Flexibilität
für Unterschiede zum Referenzgenom zugelassen
werden, um Punktmutationen und andere genetische
Veränderungen identifizieren zu können.
Aufgrund der massiven Datenmenge, die bei Next
Generation Sequencing-Analysen generiert wird,
benutzen alle Alignment-Algorithmen zusätzliche
Datenstrukturen (Indices), die einen schnellen Zugriff
und Abgleich von Sequenzdaten erlauben. Diese
Indices werden je nach Algorithmus entweder über
alle generierten Reads oder aber über das gesamte
Referenzgenom erzeugt. Hierbei kommen Methoden
aus der Informatik wie Hash-Tabellen oder Methoden
aus der Datenkomprimierung wie Suffix-Arrays zum
Einsatz. Mithilfe dieser Algorithmen ist es zum
Beispiel möglich, über 100 Gb an Sequenzdaten aus
NGS-Analysen in wenigen Stunden mit dem humanen
Referenzgenom abzugleichen.
Assoziationsanalysen
Die Charakterisierung der für eine Erkrankung zuständigen chromosomalen Regionen basiert auf zwei in
der Genetik beobachteten Phänomenen: Assoziation
und genetische Kopplung. Beide Ansätze beziehen
sich auf die Abweichung vom dritten „Mendelschen
Gesetz“, welches besagt, dass Merkmale unabhängig
voneinander vererbt werden. Eine Assoziation liegt
vor, wenn ein spezifisches Allel (Marker) in der
Population häufiger bei erkrankten als bei gesunden
Personen vorkommt. Bei der Berechnung dieser
“Wette” (Odds) wird die Wahrscheinlichkeit, dass
Ereignis A eintritt, dividiert durch die
Wahrscheinlichkeit, dass es nicht eintritt:
P (A)
Odds = --------------P (nicht A)
Die Ausprägung einer Assoziation kann durch die
Odds Ratio (OR) beschrieben werden. Diese kann als
Kreuzproduktverhältnis
OR =
a.d
--------b.c
aus der folgenden 4-Felder-Tafel ermittelt werden:
Erkrankt
Gesund
Individuen mit
Marker-Allel
a
Individuen ohne
Marker-Allel
c
b
d
Eine positive Assoziation liegt vor, wenn das
Quotenverhältnis OR>1 ist, eine negative Assoziation
liegt vor, wenn OR<1 ist. Je schwächer der Marker für
eine bestimmte Erkrankung ist, desto mehr nähert
sich die OR dem Wert 1 (neutraler Marker, keine
Assoziation). Das Erkrankungsrisiko für ein Individuum
wird durch das relative Risiko (RR) abgeschätzt:
a . (b + d)
RR = ---------------b . (a + c)
Streng genommen sollte das RR nur bei prospektiven
Studien angegeben werden. Da es praktisch keine
prospektiven Assoziationsstudien im Bereich geneti-
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bioinformatik_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:53 Seite 90
Bioinformatik
sche Epidemiologie gibt, werden RR und OR häufig
auch synonym verwendet. Die OR ist vor allem für die
Bewertung von genetischen Varianten (SuszeptibilitätsAllele), die als Marker für multifaktorielle
Erkrankungen eingesetzt werden, von Bedeutung:
starke genetische Marker (z.B. Faktor-V-Leiden für
Thrombose-, HFE-C282Y-Polymorphismus für Hämochromatose-Disposition) haben in der Regel eine
OR>3-5. Diese Marker sind durch eine vergleichsweise
starke phänotypische Penetranz gekennzeichnet, d.h.
das Erkrankungsrisiko ist deutlich gegenüber dem
Durchschnitt erhöht; Umweltfaktoren spielen eine
wichtige Rolle, stehen aber nicht im Vordergrund.
Schwache genetische Marker hingegen (z.B. MTHFRA223V für Thrombose-, VDR-B/b für OsteoporoseDisposition) haben häufig eine OR<2. Die Penetranz
dieser Faktoren ist stark von Umweltfaktoren oder
anderen protektiven bzw. schädlichen genetischen
Varianten (sog. Modifier-Allele) abhängig. Nur die
Summe zahlreicher Einzelfaktoren erhöht das
Erkrankungsrisiko. Dies erklärt auch, warum absolut
gesehen nur wenige Träger eines “Risiko-Allels”
erkranken. Es besteht eben nur ein relativ erhöhtes
Risiko gegenüber der Durchschnittsbevölkerung.
Diese genetischen Varianten zu charakterisieren und
besser zu verstehen ist eines der Hauptanliegen der
funktionellen Genomforschung, die in den letzten
Jahren international mit großen Anstrengungen voran
getrieben wurden.
Verwendung von Daten aus Assoziationsstudien für
die Diagnostik
Bei der ärztlichen Begutachtung von Marker-Allelen
und Allel-Varianten für multifaktorielle Erkrankungen
werden bei uns derzeit folgende Kriterien berücksichtigt:
- Epidemiologische Studien, ggf. Metaanalysen
- Qualität der Studien (95%-Konfidenzintervall,
Stichprobengröße)
- Reproduzierbarkeit der Studienergebnisse
- Odds Ratio (OR) oder Relatives Risiko (RR)
- Allel-Frequenz in der Durchschnittsbevölkerung
sowie in der Studiengruppe
- Potentielle Interaktionen der untersuchten Allele
(potenzierende, additive oder subtraktive Effekte)
Auf der Basis dieser Informationen wird eine
Beurteilungstabelle angelegt und eine gewichtete
Summe der Einzelparameter für eine bestimmte
Erkrankung vorgenommen. Die auf diese Weise
erstellten, parametrisierten Befunde werden zum
Schluß einer ärztlich-empirischen Plausibilitätskontrolle unterzogen. Standardisierte Vorgehensweisen bei der Beurteilung dieser Untersuchungen
gibt es bislang allerdings nicht, so dass es jedem Labor
selbst überlassen bleibt, wie die Analysenergebnisse
zu bewerten sind. Entscheidend für den sinnvollen
Einsatz von Marker-Allelen für die Risikoabschätzung
90
multifaktorieller Erkrankungen ist jedoch die
Mitberücksichtigung der Eigen- und Familienanamnese sowie der Umweltfaktoren (“Life Style”) durch
den betreuenden Arzt. Gerade die Frage nach familiärer Häufung kann auch bei multifaktoriellen Erkrankungen oft entscheidende Hinweise liefern. Nur vor
dem Hintergrund der Kenntnis von Krankengeschichte
und Lebensumständen des Patienten können genetische Varianten richtig interpretiert und die Patienten
sinnvoll beraten werden.
Kopplungsanalysen
Man spricht von Kopplung, wenn eine Krankheit
zusammen mit einem genetischen Marker überzufällig häufig vererbt wird. Dabei ist ein genetischer
Marker definiert als eine polymorphe DNA-Sequenz,
die in mindestens zwei Varianten vorkommt und
deren Varianten nicht seltene Allele sind. Als Marker
kommen zur Anwendung:
- Einzelnukleotid-Polymorphismen (SNPs)
- Mikrosatelliten
- Restriktionsfragmentlängen-Polymorphismen (RFLP)
Die meisten in der Forschung eingesetzten Marker
sind neutrale genetische Varianten und stehen in keinem ursächlichen Zusammenhang mit einer
Krankheit, da sie sowohl bei Gesunden als auch bei
Erkrankten auftreten. Voraussetzung für eine
Kopplungsanalyse (in der Genetik auch als “indirekte
Diagnostik” bezeichnet) ist, dass der Marker-Locus
mit der zu analysierenden Mutation gekoppelt, d.h.
auf einem Chromosom bzw. Allel lokalisiert ist.
L (J) = J r (1– J) s
Anschließend wird der Quotient Z(ϑ)= L(ϑ)/ L(0,5)
gebildet, der die Rekombinationswahrscheinlichkeit
L(ϑ) der Wahrscheinlichkeit freier Rekombination
gegenüberstellt. Der Sinn dieses Quotienten besteht
darin, die Güte der Schätzung L(ϑ) zu beschreiben: je
größer der Quotient, desto größer ist die Güte.
Um das Rechnen mit dem Quotienten zu erleichtern,
wird der Logarithmus mit der Basis 10 gebildet, der als
Lod (logarithm of the Odds) Score bezeichnet wird
und ein Maß für das Vorliegen von Kopplung darstellt.
Ein Lod Score > 3 wird allgemein als ein Wert betrachtet, bei dem eine Kopplung anzunehmen ist, da hier
die Kopplungswahrscheinlichkeit 1:1.000 beträgt und
damit freie Rekombination fast ausgeschlossen werden kann. Bei einem Lod Score < 2 kann eine Kopplung
hingegen ausgeschlossen werden. Das Argument ϑ
beim Maximum des LodScores ist die maximal wahrscheinliche Rekombinationsfraktion.
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Bioinformatik
Risikoberechnung bei der indirekten Gendiagnostik
Der Anteil der Gene und Mutationen, die zu erblichen,
monogenen Erkrankungen beim Menschen führen
und die einer direkten Genanalyse zugänglich sind,
wächst derzeit rasch an. Eine direkte Genanalyse ist
allerdings erschwert, wenn intragenische Heterogenie vorliegt, d.h. wenn verschiedene Mutationen an
einem Genort vorliegen, die außerhalb der routinemäßig analysierten Anteile (kodierende Sequenzen
und Spleißstellen) zu derselben Krankheit führen
können. In einigen dieser Fälle besteht die Möglichkeit
einer indirekten DNA-Diagnostik, die mittels
Kopplungsanalyse durchgeführt wird. Hierdurch ist es
möglich, die Vererbung des polymorphen Markers in
einer Familie zu verfolgen und dies mit dem Auftreten
der Erkrankung zu korrelieren.
In dieser Vorgehensweise liegt jedoch zugleich eine
Problematik der indirekten Analyse. Das Ergebnis
einer indirekten Gen-Analyse ist die Angabe einer
Wahrscheinlichkeit des Erkrankungsrisikos anstatt
eines Nachweises der krankheitsauslösenden
Mutation. Zur Berechnung des Erkrankungsrisikos
kann das Theorem von Bayes eingesetzt werden.
Dieses Theorem erlaubt das Kombinieren von
Einzelwahrscheinlichkeiten zu einer Gesamtwahrscheinlichkeit. Die Wahrscheinlichkeiten können
durch die Analyse der Familienstammbäume ermittelt
werden. Laut dem Bayes´schen Theorem wird die
Wahrscheinlichkeit einer Hypothese aus den
Wahrscheinlichkeiten einzelner Beobachtungen wie
folgt bestimmt:
P(Hi | E) =
P(Hi) P(E | Hi)
--------------------------Sn P(Hn) P(E | Hn)
wobei P(Hi) die Wahrscheinlichkeit der Hypothese
und P(Hi | E) die Wahrscheinlichkeit vorausgesetzt
Beobachtung E ist. Beim Summieren im Nenner des
Quotienten wird selbstverständlich auch die
Hypothese mit berücksichtigt, dass Hi unwahr ist.
Literatur
Li et al, Brief Bioinform 11, 5:473 (2010) / Klein et al, J Lab
Med 30:142 (2006) / Strachan and Read, Human Molecular
Genetics, BIOS Sci Publishers (1999)
NGS Auswertung
Die Rohdaten der verschiedenen Sequenzierplattformen (Illumina, Roche454, Life Technologies) werden als fastq Format in CLC Genomic Workbench
importiert. Innerhalb dieser Software werden diese
Daten je nach Enrichment (Amplikon-basiert oder
Sondenhybridisierung) prozessiert, wie zum Beispiel
durch „demultiplexing“ und spezielles „trimming“
(Zurechtschneiden) der Sequenzen. Ein Demultiplexing ist nötig, wenn verschiedene Proben simultan
in einem Lauf sequenziert wurden. Jede Probe erhält
einen eindeutigen Barcode, mit dem man jede
Sequenz dieser Probe zuordnen kann. Ein sogenanntes Trimming kann aus zwei Gründen erfolgen:
Einerseits dient es zur Entfernung von Linkersequenzen,
die das Mapping verfälschen können, oder es wird
andererseits zur Verbesserung der Qualität eingesetzt, zum Beispiel durch Abtrennung aller Basen
unter einem bestimmten Q-Value am 3‘-Ende der
Sequenz. Danach werden die Sequenzen der einzelnen Proben an das Humangenom (hg19) aligniert
(Mapping). Mit diesem Mapping als Grundlage wird
ein „Variant Call“ durchgeführt, der alle
Abweichungen der zu analysierenden Sequenzen von
der Referenzsequenz unbeachtet der Zygosität
(homo- oder heterozygot) in Form einer Tabelle ausgibt. Diese werden neben Exonnummerierung, cDNAund Aminosäreaustausch mit verschiedenen
Datenbanken wie HGMD®, COSMIC, dbNSFP, PGX,
sowie GWAS- und EVS Daten, Online Mendelian
Inheritance in Man (OMIM®) Informationen und
experimentell verifizierten „transcription factorbinding sites“ (TFBS) annotiert (Genome Trax ™ Modul
von Biobase). Des Weiteren wird eine CoverageStatistik pro Exon und pro Base erstellt um somit
schlecht abgedeckte Bereiche (coverage < 20) zu
detektieren und gegebenenfalls mittels SangerSequenzierung nach zu analysieren.
Die Ergebnisse dieses Variant Calls werden in eine inhouse Datenbank importiert. Die Datenbank nützt
Informationen von allen sequenzierten Proben in
anonymisierter Form zur internen Qualitätskontrolle,
der Detektion von potentiellen Artefakten der
Sequenzierung und zur Bestimmung der Frequenz
jeder Variante in dem hausinternen Patientenkollektiv.
Die Datenbank ist über ein Webinterface abfragbar
und erlaubt ein dynamisches Filtern der Daten
während der Auswertung.
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Bioinformatik
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Molekulargenetik: Herausforderungen für
die Zukunft
Dr. rer. nat. Christoph Marschall,
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Die molekulare Genetik in der Medizin ist die
Wissenschaft krankheitsrelevanter biologischer
Variation des Erbgutes. Die klinische Genetik hat die
genetische Beratung, die klinische Diagnostik, die
Krankheitsprävention und schließlich die Therapie
genetisch bedingter bzw. familiärer Erkrankungen
zum Ziel. Die Genetik als naturwissenschaftliche
Fachdisziplin ist nicht so neu, wie es beim Studium
medizinischer Fachliteratur erscheinen mag. Gregor
Mendel, der bereits vor mehr als 100 Jahren auch
heute noch gültige Gesetzmäßigkeiten der Vererbung
anhand von Kreuzungsexperimenten mit Erbsen formulierte (die Mendelschen Regeln), ist uns allen ein
Begriff. Viele von uns erinnern sich aus dem
Biologieunterricht an Thomas Morgan, der Anfang
des 20. Jahrhunderts die Vererbung von Merkmalen
an der Fruchtfliege (Drosophila) studierte und zeigen
konnte, dass bestimmte Merkmale geschlechtsspezifisch vererbt werden und zufällige Rekombinationen
während der Meiose (Crossing Over) für Änderungen
des Phänotyps verantwortlich sind. Alfred Sturtevant,
einer von Morgans Doktoranden, führte die ersten
Kopplungsexperimente durch und konstruierte
bereits in den 20er Jahren des 20. Jahrhunderts
anhand von phänotypischen Merkmalen tausender
von Fruchtfliegen die erste „GenKarte“. Die korrekte
Nummerierung der menschlichen Chromosomen
1956 durch Joe Hin Tjio war die Voraussetzung zur
Bestimmung von Chromosomenaberrationen, die
1959 mit dem Down Syndrom begann. Die
Beschreibung der DNA-Struktur als Doppelhelix durch
James Watson, Francis Crick, Maurice Wilkins und
Rosalind Franklin liegt heute bereits 50 Jahre zurück.
Die funktionelle Organisation der DNA und RNA in
Codons wurde in den 60er Jahren entdeckt, und Victor
McKusick, einer der Väter der klinischen Genetik,
publizierte bereits vor über 45 Jahren einen Katalog
von menschlichen Erbkrankheiten unter dem Titel
“Mendelian Inheritance in Man” (http://www.omim.org).
Warum nimmt gerade in heutiger Zeit die Genetik,
Gendiagnostik, Gentherapie oder Gentechnik einen
immer größeren Stellenwert ein? Welche Vorteile
bringen die Erkenntnisse der molekularen Genetik für
die einzelne Patientin, den einzelnen Patienten?
Die Antworten auf diese Fragen sind vielschichtig.
Voraussetzung für die explosionsartige Wissenszunahme in der Molekulargenetik in den letzten 15
Jahren waren mehrere bahnbrechende Entdeckungen
in den vorausgegangenen 30 Jahren. Restriktionsenzyme, die DNA an spezifischen Sequenzen schneiden, wurden von Werner Arber und Hamilton Smith
1970 gefunden und waren das Handwerkszeug für die
Restriktionskartierung des menschlichen Genoms
mittels “Southern-Blot” (Edwin Southern 1975). Die
rekombinante DNA-Technologie ermöglichte Anfang
der 70er Jahre unter großen Vorbehalten der Öffentlichkeit erstmals, Fremd-DNA in Bakterien einzuschleusen und dort zu vermehren (Klonierung).
Weitere Entdeckungen, welche die technischen
Voraussetzungen für eine breite Anwendung molekularbiologischer Methoden schufen, folgten bald
Schlag auf Schlag. Zu den ersten, Ende der 70er Jahre
klonierten Genen gehörten die Gene für die
Hämoglobin α- und ß-Ketten. Zu dieser Zeit war es
möglich, die Sequenzabfolge der DNA mit einem einfachen enzymatischen Verfahren zu bestimmen. Fred
Sanger erhielt hierfür nach Entwicklung der Proteinsequenzierung seinen zweiten Nobelpreis. Der Einsatz
von Fluoreszenzfarbstoffen machte 10 Jahre später
die Entwicklung von Sequenziergeräten mit automatischem “Readout“ und einer Vervielfachung des
Probendurchlaufs möglich. Kurz darauf wurde an den
National Institutes of Health (NIH) in Bethesda (USA)
das Humane Genomprojekt (HGP) ins Leben gerufen,
mit der Zielsetzung, bis zum Jahre 2005 das gesamte
menschliche Genom zu entschlüsseln. Begonnen
wurde das Humangenomprojekt 1990.
An der Entschlüsselung der 3 Milliarden Basenpaaren,
aus denen das menschliche Genom besteht, arbeiteten einerseits öffentliche Institutionen in aller Welt
(vor allem in den USA, Japan und England) unter
Führung des NIH. Die wissenschaftlichen Gründungsväter des Projekts schlossen sich unter dem Namen
“Human Genome Organization” (HUGO) zusammen.
Andererseits begannen auch private Firmen vor allem
in den USA wie z.B. TIGR (The Institute of Genome
Research) oder HGS (Human Genome Sciences), die
zum Teil in der Gründung des Unternehmens Celera
aufgingen, mit der systematischen Analyse des
menschlichen Genoms, um die genetische Information
kommerziell nutzen zu können. Als sich im Februar
2001 die Forscher des öffentlichen Humangenomprojekts und ihr kommerzieller Konkurrent Craig
Venter (Celera) zeitgleich in Amerika, China, Japan
und Deutschland der Presse stellten, setzten sie mit
der Veröffentlichung des ersten Entwurfs der Sequenz
des menschlichen Genoms einen Meilenstein der biomedizinischen Forschung. Zeitgleich erfolgte auch die
Publikation der Daten in den beiden führenden wissenschaftlichen Journalen ”Nature” (öffentliches
Konsortium) und ”Science” (Celera). Die ersten
Versionen der Sequenz verursachten Kosten von
ungefähr 3 Milliarden US-Dollar und enthielten zudem
noch ca. 150.000 Lücken. Diese Lücken konnten mit
der Zeit gefüllt werden, so dass im Juni 2006 eine vervollständigte Kartierung aller Chromosomen in Nature
publiziert wurde.
Im September 2007 wurde das 1000 Genome Project
ins Leben gerufen, welches sich zum Ziel machte ca.
2500 menschliche Genome aus 25 verschiedenen
Populationen zu sequenzieren. Bereits im Oktober
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
2010 wurden die Daten aus der Pilotphase des 1000
Genome Projects veröffentlicht, und nur 2 Jahre später konnte Phase 1 mit der Sequenzierung von 1092
Genomen abgeschlossen werden (1000 Genomes
Project Consortium 2012, Nature. 491:56-65).
Ermöglicht wurde dieses Projekt durch die vorangegangene Entwicklung neuer Sequenziertechnologien,
die erstmals 2004 auch kommerziell erhältlich wurden. Seitdem revolutionieren die unter dem Begriff
Next Generation Sequencing (NGS) zusammengefassten Technologien die genetische Forschung und in
zunehmenden Maße auch die Diagnostik.
Als Nachfolger des Humangenomprojekts wurde 2003
das ENCODE (ENCyclopedia Of DNA Elements)
Projekt gegründet. Ziel bei diesem Projekt ist es alle
funktionellen Elemente im menschlichen Genom
sowie das gesamte Transkriptom zu identifizieren und
zu charakterisieren. Im Jahr 2012 erschien eine
Publikation in Nature, die erstaunliche Ergebnisse zur
Funktion des Genoms enthielt. Bisher hatte man
angenommen, dass ein Großteil der nicht-codierenden Bereiche im menschlichen Genom (ca. 98%) keine
Funktion hat. Diese Bereiche wurden auch als “junk
DNA” bezeichnet. Die Daten aus dem ENCODE Projekt
widersprachen dieser Hypothese, und die Autoren
berichteten von einer biochemischen Funktion für bis
zu 80% des Genoms. Dieses Ergebnis wird jedoch von
vielen Wissenschaftlern angezweifelt, und es bleibt
abzuwarten, welche Daten die Genomforschung in
der Zukunft liefert.
Erstaunlich aber unumstritten bleibt die Tatsache,
dass nur ca. 1% der DNA für Proteine codieren und die
Zahl der menschlichen Protein-codierenden Gene mit
ca. 20.687 viel geringer ist, als ursprünglich angenommen. Im Vergleich hierzu hat Drosophila melanogaster (Fruchtfliege) ca. 14.000 , Caenorhabditis elegans
(Fadenwurm) ca. 20.500 und Arabidopsis thaliana
(Ackerschmalwand) ca. 27.000 Protein-codierende
Gene. Bei Vertebraten erstreckt sich das durchschnittliche Gen über eine Länge von ca. 30.000
Basenpaaren, wobei nur 5% dieser Sequenzinformation Protein-codierend ist. Ungefähr die
Hälfte des gesamten menschlichen Genoms besteht
aus Wiederholungen kurzer Sequenzen großteils
unbekannter Funktion. Die meisten unserer Gene sind
sehr alten Ursprungs, weniger als 10% der
Genfamilien sind spezifisch für Vertebraten, zu denen
insbesondere Gene der erworbenen Immunantwort,
der Signaltransduktion, der neuronalen Komplexität,
der Blutgerinnung und für den programmierten
Zelltod gehören. Der größte Unterschied zwischen
Mensch und Würmern oder Fruchtfliegen liegt in der
Komplexität der menschlichen Proteine, die
besonders viele Domänen oder neue Kombinationen
von Domänen aufweisen. Einige unserer Gene scheinen von Bakterien zu stammen, jedoch nicht im Zuge
der Evolution, sondern direkt durch Bakterien übertragen.
94
Um die Erkenntnisse bezüglich der DNA-Sequenz des
humanen Genoms verwerten zu können, ist es nun
erforderlich, die Funktion einzelner Gene und
Erbgutabschnitte zu bestimmen (Functional
Genomics). Der Ansatz der reversen Genetik, bei der
der Einfluss bestimmter Gene auf den Phänotyp
untersucht wird, hat seit den 90er Jahren zunehmend
an Bedeutung gewonnen. Hierbei werden mutante
Tiere, sogenannte “knockout” oder “transgene” Tiere
hergestellt, deren Gene in den Keimbahnzellen verändert und die physiologischen Konsequenzen in den
Nachkommen untersucht werden können. Nach
Identifikation der betroffenen Gene kann aufgrund
der starken Homologie zu den entsprechenden
menschlichen Genen auf deren Funktion geschlossen
werden. Verschiedene Mutagenese-Projekte haben
interessante Tiermodelle für humane Erkrankungen
hervorgebracht.
Bei der systematischen Genomforschung zeigte sich,
dass die DNA-Sequenz des Genoms einer Spezies zahlreiche Varianten aufweist. Ein Vergleich der Erbinformation verschiedener Menschen, aber auch
bereits des maternalen und paternal ererbten
Genoms eines Menschen, zeigt punktuelle Abweichungen der DNA-Sequenz. Durchschnittlich findet man eine Abweichung, die als Single Nucleotide
Polymorphism (SNP) bezeichnet wird, pro 1.000
Basenpaare. Inzwischen geht man genomweit von ca.
10 Millionen SNPs aus, etwa 93% der Gene tragen
zumindest einen SNP. SNPs entstehen zufällig z.B.
durch Fehler bei der Vervielfältigung der DNA. In evolutionsbiologischen Projekten wird versucht, die
Entwicklung des Homo Sapiens im Laufe der letzten
150.000 Jahre und dessen Verbreitung von Afrika ausgehend, anhand der Verteilung dieser SNPs in den
verschiedenen Populationen nachzuvollziehen. Die
SNPs unterliegen, sofern sie einen Einfluss auf die
individuelle Fitness und Reproduktionsrate haben,
den Mechanismen der Selektion. SNPs, die mit
Erkrankungen assoziiert sind, können in einer
Population nur dann dauerhaft bestehen, wenn sie für
die Reproduktionsphase irrelevant sind, da die
Erkrankung erst im höheren Alter auftritt. Dies trifft
z.B. für die für die Alzheimer-Erkrankung disponierenden ApoE4-SNPs zu. Für manche SNPs wird ein zusätzlicher protektiver Effekt z.B. bezüglich Infektionskrankheiten postuliert, der zu deren positiver
Selektion geführt hat.
Ein wesentliches Merkmal und die klinische
Bedeutung der SNPs liegen darin, dass sie häufig nur
bei bestimmten Umweltbedingungen oder Lebensgewohnheiten zum Tragen kommen und zu einer
Erkankung führen. Man spricht in diesem
Zusammenhang dann von einem genetischen
Risikofaktor oder Risikoallel. So haben z.B. heterozygote Träger des Faktor V-Leiden-Polymorphismus
zwar ein gegenüber der Normalbevölkerung 5-10-fach
erhöhtes Thromboserisiko, die meisten Anlageträger
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
bekommen aber dennoch im Laufe des Lebens keine
Thrombose. Kommen jedoch zusätzliche exogene
Risikofaktoren wie Rauchen oder die Einnahme von
Kontrazeptiva hinzu, erhöht sich das Thromboserisiko
multiplikativ. So hat eine Frau mit Faktor V-LeidenPolymorphismus, die zusätzlich Kontrazeptiva einnimmt, bereits ein ca. 30-faches Thromboserisiko.
Eine erhebliche genetische Komponente ist heute bei
der Entstehung multifaktorieller Erkrankungen unbestritten. Vermutlich ergibt sich das genetische Risiko
erst aus dem Zusammenspiel vieler SNPs zahlreicher
Gene. Der Effekt eines einzelnen SNP ist in der Regel
jedoch so gering, dass eine genetische Diagnostik
nicht sinnvoll ist. Die Hauptanwendung der SNPs liegt
momentan in der Forschung, wo sie vor allem für
Assoziationsstudien genutzt werden.
Inzwischen sind ca. 14.000 Gene mit vermuteten
Krankheitsassoziationen und ca. 7.000 Erkrankungen
mit klar definierter molekulargenetischer Ursache im
OMIM-Katalog von Victor McKusick aufgelistet. Bei
diesen Erkrankungen handelt es sich in erster Linie um
monogene Erkrankungen, die bis auf Ausnahmen jede
für sich seltener als 1 Fall pro 10.000 Personen in der
Bevölkerung vorkommen. Insgesamt sind jedoch
ungefähr 1% aller Neugeborenen von einer dieser seltenen Erkrankungen betroffen. Die monogenen
Erkrankungen unterscheiden sich von den multifaktoriellen Erkrankungen abgesehen von der Frequenz in
der Gesamtbevölkerung auch durch die hohe
Penetranz der ursächlichen Mutationen. Dies bedeutet, dass Träger einer Mutation auch mit großer
Wahrscheinlichkeit im Laufe ihres Lebens erkranken.
Bei vielen dieser Erkrankungen ist die Penetranz sogar
100% wie beispielsweise bei der Chorea Huntington
oder bei der Frühform der Alzheimer-Erkrankung.
Dies hat erhebliche Konsequenzen für die
Untersuchung nicht-symptomatischer Nachkommen
von Anlageträgern. Bei derart schwerwiegenden
Erkrankungen, zu denen auch die familiären
Tumorerkrankungen zählen, ist eine genetische
Beratung vor der molekulargenetischen Untersuchung
nicht-symptomatischer Verwandter von Anlageträgern unumgänglich. Die molekulargenetische
Untersuchung monogener Erkrankungen dient meist
der Bestätigung einer Verdachtsdiagnose. Auch bei
der zum Teil schwierigen Differentialdiagnose kann
die Molekulargenetik hilfreich sein. So führen beispielsweise unterschiedliche Mutationen im Fibroblasten-Wachstumsfaktor-Rezeptor-Gen 3 (FGFR3) zu
unterschiedlich schweren Verläufen von dysproportioniertem Kleinwuchs, das Spektrum der Ausprägung
reicht von fast unauffällig bis neonatal letal. Bei
Kenntnis der Mutation lässt sich hier der zu erwartende Phänotyp relativ exakt prognostizieren. Es wird
jedoch auch häufig versucht, bestimmte Erkrankungen
molekulargenetisch auszuschließen. Mit letzter
Sicherheit ist dies meist nicht zu bewerkstelligen, da
die Sensitivität der verwendeten Methoden selten
über 95% beträgt und bei vielen Erkrankungen geneti-
sche Heterogenität bekannt ist oder zumindest vermutet werden muss.
Dennoch hat sich die molekulargenetische Analyse zur
Diagnosesicherung bei vielen Erkrankungen bewährt.
Bei Verwandten von Indexpatienten mit nachgewiesener Mutation kann die Diagnose meist sehr zuverlässig und kostengünstig gestellt werden. Insbesondere
bei unklarer klinischer Symptomatik oder bereits im
Frühstadium ist dies hilfreich. Bei einigen
Erkrankungen hat der Nachweis einer Mutation einen
wesentlichen Einfluss auf die Therapie und die
Prognose des Patienten. So kann zum Beispiel das
Risiko bei familiären Tumorerkrankungen von Art und
Lokalisation der Mutation abhängig sein (BRCAMutationen beim familiären Brustkrebs). Auch beim
lebensbedrohlichen Long-QT-Syndrom ist es bedeutsam, ob ein Kalium- oder ein Natrium-Kanal betroffen
ist. In den meisten Familien mit seltenen genetischen
Erkrankungen werden bisher nicht bekannte
Mutationen nachgewiesen, die zum Teil schwierig zu
bewerten sind. Je länger diese Diagnostik jedoch
angewandt wird, desto häufiger stößt man auf
Mutationen, die bereits aus anderen Familien
bekannt sind. Hieraus erhält man zusätzliche
Informationen zur Bewertung des Schweregrads und
Prognose des Krankheitsverlaufs. Mit zunehmender
Erfahrung erleichtert sich auch die Aufgabe, kausative
Mutationen von Polymorphismen und Varianten mit
geringem Krankheitswert zu unterscheiden. Zusätzlich
steigt der Anteil an Familien, in denen Mutationen
bereits bekannt sind, so dass der Aufwand der
Diagnostik durch die Möglichkeit der gezielten
Mutationssuche in den meisten Fällen sehr gering ist.
Daher ist die Fachwelt überzeugt, dass die molekulargenetische Diagnostik künftig weiter an Bedeutung
gewinnen wird. Dies wird auch durch den Umstand
begünstigt, dass die Technologie der Mutationssuche
in den letzten Jahren rasant weiterentwickelt hat.
Seit den 70er Jahren ist die Sanger-Sequenzierung der
Gold-Standard zur Detektion von Mutationen in der
Diagnostik. Trotz der hohen Datenqualität und der
teilweisen Automatisierung ist die Methode teuer und
relativ zeitaufwändig. Derzeit wird die SangerSequenzierung daher zunehmend durch moderne
Next Generation Sequencing (NGS)-Verfahren ersetzt
(siehe auch Analysetechniken). Diese Technologien
haben gemeinsam, dass die Sequenzierung hoch
parallelisiert und miniaturisiert durchgeführt wird. Die
Analyse von einigen Genen oder ganzen Exomen, die
die gesamte proteincodierende Sequenz aller Gene
enthält, wird hierdurch ermöglicht. Da für viele monogene Erkrankungen inzwischen zahlreiche Gene
bekannt sind, die alternativ ursächlich sein können, ist
es wesentlich schneller und günstiger, simultan alle in
Betracht kommenden Gene mittels NGS zu analysieren statt wie bisher Gen für Gen mittels SangerSequenzierung. Beispielsweise sind bei der dilatativen
Kardiomyopathie (DCM) über 40 ursächliche Gene
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
bekannt. Das größte menschliche Gen Titin, das alleine über 100.000 Basenpaare codierende Sequenz enthält, gehört ebenfalls dazu. Eine Analyse von Titin
mittels Sanger-Sequenzierung zu diagnostischen
Zwecken war daher bislang undenkbar. Inzwischen
konnte mittels NGS gezeigt werden, dass Titin in ca.
25% der DCM-Patienten ursächliche Mutationen aufweist. Durch die Einführung von preiswerten
Tischgeräten mit mittlerem Durchsatz wurde der
Einzug der NGS-Technologie in die Diagnostik erleichtert. In der Regel beschränkt sich die Diagnostik wie
im Beispiel der DCM auf die Analyse einiger Gene.
Dies ist nicht nur im Hinblick auf das Gendiagnostikgesetz, sondern auch aufgrund der Komplexität der
Auswertung der anfallenden Daten bei Gesamtgenom- oder Exomsequenzierung sinnvoll. Trotz der
wachsenden Kenntnisse auch im Bereich der häufigen
multifaktoriellen Erkrankungen ist es derzeit verfrüht,
Ergebnisse aus der Genomsequenzierung zur Prädiktion
von Erkrankungsrisiken für Diabetes Typ 2, Bluthochdruck, Osteoporose, koronare Herzerkrankung,
Schlaganfall und Krebs heranzuziehen. Daher sind
kommerzielle Gesamtgenomsequenzierungen im
Zusammenhang mit multifaktoriellen Erkrankungen
nicht sinnvoll. Die Ergebnisse sind kaum zu interpretieren und tragen nur zur Verunsicherung der
Patienten und Ärzte bei. Ob es in wenigen Jahren sinnvoll sein wird, eine Genomsequenzierung durchzuführen, um etwas über Erkrankungsrisiken zu erfahren
bzw. eine Verdachtsdiagnose zu unterstützen, kann
derzeit noch nicht abschließend beantwortet werden.
Neurogenetik
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Die Neurogenetik befasst sich mit der Erforschung
und Untersuchung der genetischen Ursachen neurologischer und psychiatrischer Erkrankungen.
Experimentelle Ansätze zur Klärung grundlegender
Fragestellungen in der Neurobiologie bedürfen einer
interdisziplinären Zusammenarbeit von Physiologie,
Neurologie, Neuroanatomie, Humangenetik, Neuropathologie, Biochemie, Biophysik, Psychiatrie u.a. Die
Neurogenetik ist daher nicht als eine isolierte Disziplin
aufzufassen. Ihr Ziel ist es, die Gene, die für die
Entwicklung und Funktion des Nervensystems von
Bedeutung sind, sowie die Mechanismen ihrer
Wechselwirkungen zu erkennen, und somit auch die
genetischen Grundlagen physiologischer und gestörter Funktionen des Nervensystems besser zu verstehen. Diese Aufgabe beinhaltet die Charakterisierung
von Genen und Genprodukten, welche für das
Nervensystem relevant sind, die Aufklärung sowohl
der genetischen Organisation als auch der Regulation
der Genexpression und schließlich der molekularen
Zusammenhänge auf funktioneller Ebene. Außerdem
beschäftigt sich die Neurogenetik mit der Vererbung
dieser Erkrankungen und ist damit Basis der genetischen Beratung betroffener Familien. Eine neurogenetische Erkrankung versteht sich als eine Krankheit,
die durch Genveränderungen verursacht wird, welche
die Differenzierung und Funktion des Neuroektoderms und seiner Derivate beeinflussen. Es können
zwei Typen unterschieden werden:
- Neurogenetische Erkrankungen Typ 1 entstehen
durch direkte Fehlfunktion derjenigen Gene, die
im Ektoderm exprimiert werden. Diese Kategorie
umfasst die meisten monogen vererbten
Erkrankungen.
- Neurogenetische Erkrankungen Typ 2 manifestieren sich indirekt über Mutationen in Genen,
die nicht im Nervensystem exprimiert werden,
wie z.B. metabolische Erkrankungen mit neurologischen Manifestationen, zerebrovaskuläre und
kraniale Fehlbildungen.
Bis heute sind mehrere hundert Gene erforscht, die
für neurogenetische Erkrankungen verantwortlich
sind oder zu ihrer Entwicklung beitragen.
Aus ätiologischer Sicht fallen neurogenetische
Erkrankungen unter folgende Kategorien:
- Monogene Erkrankungen (autosomal oder Xchromosomal vererbt)
- Multifaktorielle Erkrankungen (Interaktion von
Umweltfaktoren mit mehreren Genen)
- Mitochondriale Erkrankungen
- Chromosomenanomalien
- Unklare Genese
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Kongenitale Malformationen des Nervensystems
erscheinen häufig sporadisch und erschweren die
Differenzierung, ob sie genetischen Ursprungs sind
oder nicht. Die Krankheitsbilder sind vielfältig, es sind
mehr als 500 verschiedene Typen vererbter neurologischer und psychiatrischer Erkrankungen bekannt, bei
denen Veränderungen in Molekülen, die das Gehirn
und die peripheren Nerven aufbauen, zu einer
Erkrankung führen.
Nachfolgend sind einige der häufigsten Krankheitsgruppen aufgeführt:
Kindliche Entwicklungsstörungen:
Hier sind zumindest zu 50 % genetische Faktoren
ursächlich beteiligt. Am häufigsten finden sich numerische und strukturelle Chromosomenstörungen (s.
auch Kapitel Zytogenetik), aber auch zahlreiche
monogen vererbte Syndrome wie Fragiles X-Syndrom,
Rett-Syndrom und Angelman-Syndrom (s. auch die
entsprechenden Einträge im Kapitel Molekulargenetik)
Epilepsien:
Epilepsie ist eine häufige, klinisch und genetisch
heterogene Erkrankung, die ca. 1% der Bevölkerung
betrifft. Ein Drittel der Fälle beruht auf rein exogenen
Faktoren, wie Traumata, Tumoren, Infektionen usw.
wobei die Ätiologie der restlichen zwei Drittel weitgehend unbekannt und wahrscheinlich meist multifaktoriell bedingt ist. 1995 wurden zum ersten Mal
Mutationen in einem Gen für eine autosomal dominante Form der Epilepsie (Frontallappenepilepsie)
beschrieben. Eine große Kategorie betrifft die progressiven myoklonischen Epilepsien (s. auch Generalisierte
Epilepsie mit Fieberkrämpfen plus (GEFS+)).
Form, die Friedreich’sche Ataxie. Morbus Alzheimer,
der für rund zwei Drittel aller Demenzfälle verantwortlich ist und sich mittlerweile zur vierthäufigsten
Todesursache in Industrieländern entwickelt hat,
kann in seiner hereditären Form aufgrund von
Mutationen in bisher 3 bekannten Genen oder multifaktoriell bedingt sein (s. auch die entsprechenden
Einträge). Desweiteren können hier u.a. Morbus
Parkinson, Multiple Sklerose und die Amyotrophe
Lateralsklerose genannt werden.
Neurokutane Syndrome:
Sie umfassen eine große Gruppe neurologischer
Krankheitsbilder mit der Symptomenkombination
unterschiedlicher Hautbefunde mit gleichzeitiger
Erkrankung bzw. Beteiligung des peripheren und zentralen Nervensystemes. Die Haut und das
Nervensystem sind beide ektodermalen Ursprungs.
Als häufigste monogene Erkrankungen werden hier
die Neurofibromatosen erwähnt, desweiteren gehören in diese Gruppe die Tuberöse Sklerose und das
Von- Hippel-Lindau-Syndrom (s. auch die entsprechenden Einträge).
Literatur
Klein&Gasser, Nervenarzt 84:135-6 (2013) / Laing, Crit Rev in
Clin Lab Sci 49:33-48 (2012) / Tavyev Asher et al, Eur J Med
Genet 55:299-306 (2012)/Suzuki, Brain Dev 33:719-25 (2011)
/ Bird, Clin Lab Med 30:785-93 (2010)/Warner&Hammans,
Practical Guide to Neurogenetics, Elsevier Saunders (2008)/
Rieß&Schöls, Neurogenetik. Molekulargenetische Diagnostik
neurologischer Erkrankungen Springer Verlag (1998)
Neuromuskuläre Erkrankungen:
Hinter dem Begriff „Muskelschwund“ verbirgt sich
eine große Zahl von Krankheitsbildern. Zur
Klassifikation der einzelnen Erkrankungen können u.a
elektrophysiologische Befunde, Laborparameter, eine
differenzierte Histologie, das klinische Bild, die
Familienanamnese und die Immunhistochemie beitragen. Trotzdem gelingt die differenzierte Einordnung
oft nicht oder nur mit Hilfe der molekulargenetischen
Untersuchung. Zu den neuromuskulären Erkrankungen
zählen u.a. Muskeldystrophien, wie die Dystrophinopathien Duchenne und Becker, die Myotonen
Dystrophien Typ 1 und Typ 2, Muskelatrophien, wie
die Spinalen Muskelatrophien (SMA) und die spinobulbäre Muskelatrophie Typ Kennedy (SBMA). Sie sind
alle monogen vererbt.
Neurodegenerative Erkrankungen:
Dabei handelt es sich in erster Linie um monogen
bedingte Erkrankungen des Erwachsenenalters, die
aufgrund vorzeitiger Degeneration bestimmter
Strukturen des Nervensystems zu entsprechenden
neurologischen Symptomen führen. Hierzu zählen u.a.
Chorea Huntington, die autosomal-dominanten spinozerebellären Ataxien und eine autosomal-rezessive
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Genetisch bedingte Stoffwechselerkrankungen
Dipl. Biol. Wolfgang Rupprecht, Dipl. Biol. Birgit Busse
Der Stoffwechsel ist der Motor für alle lebenswichtigen Vorgänge im menschlichen Körper. Er umfasst
den Aufbau (Anabolismus), Abbau (Katabolismus) und
Umbau (Amphibolismus) von verschiedenen Stoffen,
die zum Aufbau und zur Erhaltung der Körpersubstanz
sowie zur Energiegewinnung benötigt werden. Sind
diese Vorgänge durch erworbene oder erbliche
Faktoren gestört, kann dies schwerwiegende
Auswirkungen auf die Gesundheit haben. Hereditäre
(erbliche) Stoffwechselerkrankungen werden durch
verschiedene Gendefekte verursacht, die zu vielfältigen, teils sehr schweren Krankheitsbildern führen
können. Die Pathogenese dieser Störungen beruht
zumeist auf einer Ansammlung von Stoffwechselprodukten bzw. -zwischenprodukten (Thesaurismosen),
einer Produktion ungewöhnlicher Metabolite oder
dem defekten Transport von bestimmten Substanzen.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Abetalipoproteinämie (ABL) [E78.6]
OMIM-Nummer: 200100, 157147 (MTTP)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Wissenschaftlicher Hintergrund
Abetalipoproteinämie ist eine seltene, autosomalrezessiv vererbte Störung des Lipidstoffwechsels, die
durch eine stark verminderte Verfügbarkeit von
Apolipoprotein B gekennzeichnet ist. Bereits im
Säuglingsalter kann es aufgrund eines Malabsorptionssyndroms zu einer Wachstumsverzögerung kommen.
Durch die verminderte Absorption fettlöslicher
Vitamine (vor allem Vitamin E und A) präsentieren
sich die Patienten später mit Ataxie, einem Verlust
der tiefen Sehnenreflexe, Pigmentstörungen der
Retina und Akanthozytose. Biochemisch finden sich
neben einer Erniedrigung des Gesamtcholesterins auf
unter 50 mg/dl und einer Verminderung der Apo Bhaltigen Lipoproteine nur geringe Mengen an immunreaktivem Apo B im Serum.
Molekulare Ursache für die Erkrankung sind
Mutationen im Microsomal Transfer Protein (MTP),
einem multifunktionellen heterodimeren Protein,
welches an Zusammenbau und Sekretion der Apo Bhaltigen Lipoproteine (v.a. LDL und VLDL) in der Leber
beteiligt ist. Durch den Funktionsverlust von MTP
kommt es zur verstärkten Degradation von Apo B in
der Leber. Da auch die Synthese und Sekretion der
Apo B-haltigen Chylomikronen im Darm gestört ist,
kommt es zu Malabsorption von fettlöslichen
Vitaminen. Frühzeitige diätetische Maßnahmen und
eine Substitution von Vitamin A und E können die
Progression der neurologischen Symptomatik und der
Retinopathie aufhalten.
Indikation
Kleinkinder mit unklarem Malabsorptionssyndrom bei
gleichzeitig bestehender Hypocholesterinämie,
Patienten mit Hypocholesterinämie, entsprechender
neurologischer Symptomatik und Pigmentveränderungen der Retina.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Methode
Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons
des MTTP-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
4 Wochen
Literatur
Khatun et al, J Lipid Res 54:1541 (2013) / Burnett et al, Eur J
Hum Genet 20 (2012) / Zamel et al, Orphanet J Rare Dis 3:19
(2008) / Sakamoto et al, Eur J Pediatr 165:68 (2006) / DiLeo et
al, Atherosclerosis 180:311 (2005) / Hooper et al, Crit Rev Clin
Lab Sci 42:515 (2005) / Ohashi et al, J Lipid Res 41:1199 (2000)
/ BerriotVaroqueaux et al, Ann Rev Nutr, 20:663 (2000) /
Narcisi et al, Am J Hum Genet 57:1298 (1995) / Shoulders et
al, Struct Biol 1:285 (1994) / Sharp et al, Nature 365:65 (1993)
/ Wetterau et al, Science 258:999 (1992)
Achondrogenesie Typ 2 (ACG2, LangerSaldino) [Q77.0]
OMIM-Nummer: 200610, 120140 (COL2A1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei der Achondrogenesie handelt es sich um eine
Erkrankung, die zu neonatalem Zwergwuchs führt.
Aufgrund von pulmonaler Hypoplasie versterben die
Kinder nahezu ausnahmslos intrauterin oder in den
ersten Stunden nach der Geburt. Die Inzidenz der
Erkrankung wird auf ca. 1:40.000 geschätzt. Das mittlere Geburtsgewicht bei den betroffenen Neugeborenen liegt nur bei etwa 2.000 g. Charakteristisch
sind ein extremer Kleinwuchs (27-36 cm), dysproportional großer Kopf, große vorstehende Stirn, schmale
Nase, Mikrognathie, kurzer Nacken und Thorax,
Mikromelie, vorstehendes Abdomen und sichtbar fehlende Ossifikation der Wirbelsäule, des Scham- und
des Kreuzbeins.
Die Erkrankung beruht in der Regel auf Neumutationen
im COL2A1-Gen mit autosomal-dominanter Ausprägung, die zur Substitution von Glycinresten in der
Tripel-Helix-Domäne der Typ II-Kollagen-Fibrillen
führen.
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: ABeta (ICD-10 Code: [E78.6])
Auftrag: Mutationssuche MTTP-Gen
Indikation
Neugeborene mit V. a. Achondrogenesie, Pränataldiagnostik bei auffälligem Ultraschall
Material
1 ml EDTA-Blut
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: ACG2 (ICD-10 Code: [Q77.0])
Auftrag: Mutationssuche COL2A1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 54 Exons des
COL2A1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
4 Wochen
Literatur
Nishimura et al, Hum Mutat 26:36 (2005), Mayer et Marschall,
J Lab Med 29:162 (2005) / Faivre et al, Am J Med Genet
126A:308 (2004) / Korkko et al, Am J Med Genet, 92:95 (2000)
Borochowitz et al, Am J Med Genet, 24:273 (1996) / Chen et
al, Am J Med Genet, 10:379 (1981)
Achondroplasie (ACH) [Q77.4]
OMIM-Nummer: 100800, 134934 (FGFR3)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl.-Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Achondroplasie (ACH) ist ein autosomal-dominant
vererbtes, disproportioniertes Kleinwuchssyndrom,
welches sich vor allem durch eine rhizomele
Verkürzung der Gliedmaßen auszeichnet. Die Inzidenz
der Achondroplasie wird mit ca. 1:20.000 angegeben.
Als Ursache gelten Mutationen im FibroblastenWachstumsfaktor-Rezeptor 3 (FGFR3-Gen), die zu Veränderungen der FGF-abhängigen Calcium-Signaltransduktion führen. Bis zu 20% der Fälle sind familiär,
die überwiegende Mehrheit der Erkrankungen ist auf
Neumutationen im FGFR3-Gen (vermutlich Keimbahnmosaike der väterlichen Keimzellen oder Spontanmutationen in der frühen Fetalentwicklung) zurückzuführen.
Die klassischen Fälle von Achondroplasie weisen
Mutationen im Codon 380 des FGFR3-Gens auf, die
zum Austausch von Glycin durch Arginin führen. Die
daraus resultierende Dysregulation der enchondralen
Ossifikation führt letztlich zu disproportionalem
Kleinwuchs. Die Mutationsrate der im Codon 380
lokalisierten Nukleinsäure in Position 1138 ist gegenüber der durchschnittlichen Mutationsrate im menschlichen Genom um den Faktor 1.000 erhöht und gehört
somit zu den Regionen mit der höchsten Mutationsrate überhaupt. Die spontane Mutationsrate in diesen
Regionen ist stark vom Alter des Vaters abhängig und
wird bei 40-jährigen Männern gegenüber 20-jährigen
etwa 10-fach erhöht angegeben (Paternal Age Effect).
Schematische Darstellung der Domänen des FGFR3Proteins und die Lokalisation der Mutationen im Protein
(modifiziert nach Hilbert et al, Monatsschr Kinderheilkd
146:687 (1998))
Indikation
V.a. Achondroplasie, Pränataldiagnostik bei auffälligem
Ultraschall
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Achondroplasie (ICD-10 Code: [Q77.4])
Auftrag: Mutationssuche FGFR3-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird Exon 10 des
FGFR3-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die Exons 6, 7
und 9 des FGFR3-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 1 Woche
Stufe II: weitere 2 Wochen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Literatur
Laederich et al, Expert Rev Mol Med 14:e11 (2012) / Wright et
al, Arch Dis Child 97:129 (2011) / Baujat et al, Best Pract Res
Clin Rheumatol 22:3 (2008) / Margari et al, Genet Couns
17:237 (2006) / Van Esch et al, Genet Couns 15:375 (2004) /
Vajo et al, Endocr Rev 21:23 (2000) / Witkowski et al, Lexikon
der Syndrome und Fehlbildungen, 6. Auflage (1999) / Shiang
et al, Cell, 78:335 (1994) / Rousseau et al, Nature, 371:252
(1994)
Adrenogenitales Syndrom (AGS) [E25.09]
(s. auch Kapitel Reproduktionsgenetik)
OMIM-Nummer: 201910, 613815 (CYP21A2), 202010,
610613 (CYP11B1)
Dipl.-Biol. Wolfgang Rupprecht,
Dr. med. Dagmar Wahl
Wissenschaftlicher Hintergrund
Beim Adrenogenitalen Syndrom (AGS) handelt es sich
um einen autosomal-rezessiv vererbten Mangel an
Cortisol mit einer Prävalenz von etwa 1:10.000 1:16.000 (kongenitales AGS) bzw. 1:500 - 1:1.000
(late-onset AGS). Die Erkrankung wird überwiegend
durch Mutationen im 21-Hydroxylase-Gen (CYP21A2)
auf Chromosom 6p21.3 verursacht. Klinisch unterscheidet man das kongenitale bzw. klassische AGS
vom late-onset bzw. nicht-klassischen AGS.
Das klassische AGS wird durch Mutationen hervorgerufen, die zu einer hochgradigen Verminderung der
21-Hydroxylase-Enzymaktivität führen. Hierdurch
kommt es zu einer verminderten enzymatischen
CH3
CH3
Hydroxylierung von Progesteron und damit zu einem
Mangel an Desoxycortisol. Der Stoffwechselblock
führt über einen negativen Feedback zu einer vermehrten Ausschüttung von ACTH, wodurch es sekundär zu einer Nebennierenrindenhyperplasie mit
Bildung männlicher Steroidmetaboliten und zur
Störung der weiblichen Geschlechtsdifferenzierung
kommt. Bei den betroffenen Mädchen kommt es
bereits pränatal zu einer Virilisierung und der
Ausbildung
eines
intersexuellen
Genitales.
Zusätzlicher Aldosteronmangel führt unbehandelt zu
einem lebensbedrohlichen Salzverlustsyndrom.
Betroffene Jungen können ebenfalls ein Salzverlustsyndrom zeigen; später kann eine Pubertas praecox
vorliegen. Betroffene Kinder fallen im Verlauf durch
eine beschleunigte Skelettreifung auf, wodurch sie
zunächst zu groß, dann jedoch aufgrund des vorzeitigen Schlusses der Epiphysenfugen zu klein sind. Bei
bekannter Anlageträgerschaft der Eltern kann der
Virilisierung weiblicher Feten durch Dexamethasongabe während der Schwangerschaft vorgebeugt werden.
Beim nicht-klassischen oder late-onset AGS liegt eine
weniger ausgeprägte Hyperandrogenämie vor, die
sich vor allem bei erwachsenen Frauen u.a. mit
Hirsutismus, Zyklusstörungen, tiefer Stimmlage und
Akne manifestieren kann. Verursacht wird das lateonset AGS durch Homozygotie einer "milden"
Mutation oder durch kombinierte Heterozygotie einer
"milden" und einer "schweren" Mutation bzw. zweier
"milder" Mutationen im 21-Hydroxylase-Gen.
CH3
HC CH2 CH2 CH2 CH
CH3
CH3
HO
Cholesterin
Pregnenolon
17-OHPregnenolon
Progesteron
17-OHProgesteron
x
11-Desoxycortisol
Aldosteron
HO
CH3
O
x
Dehydroepiandosteron
Androstendion
21-Hydroxylase
(CYP21)
17b-Hydroxysteroiddehydrogenase
Testosteron
11b-Hydroxylase
(CYP11B1)
5a Reductase
Cortisol
CH2OH
O
HC O
CH
Dihydrotestosteron
CH2OH
HO
CH3
O
OH
CH3
HC O
CH2 OH
CH3
O
Schematische Darstellung der Steroidsynthese in der NNR. Der Stoffwechselblock bei AGS durch Mutationen im CYP21A2bzw. CYP11B1-Gen ist durch “X” gekennzeichnet.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Mutationen im 11-ß-Hydroxylase-Gen (CYP11B1) sind
in ca. 5-8% aller klassischen Fälle des AGS ursächlich.
Der daraus resultierende Stoffwechselblock führt
ebenfalls zu einer vermehrten Bildung männlicher
Steroidmetaboliten und zur Störung der weiblichen
Geschlechtsdifferenzierung. Ein Salzverlustsyndrom
tritt in der Regel nicht auf. In einzelnen Fällen konnten
auch bei Frauen mit einem late-onset AGS
Mutationen im CYP11B1-Gen nachgewiesen werden.
Indikation
Neugeborene und Kinder mit V.a. AGS, erwachsene
Frauen mit Hyperandrogenämie und V.a. AGS,
Pränataldiagnostik in Risikoschwangerschaften
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: AGS (ICD-10 Code: [E25.09])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche und MLPA-Analyse CYP21A2Gen
und/oder
Stufe II: Mutationssuche CYP11B1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden nach spezifischer PCR-Amplifikation des CYP21A2-Gens die Exons
1-10 einschließlich Spleißstellen und angrenzender
Intronbereiche sowie Teile des Promotors sequenziert. Der Nachweis von Deletionen und Duplikationen
erfolgt mittels MLPA.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 9 Exons
des CYP11B1-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2-4 Wochen
Stufe II: weitere 2-4 Wochen
Literatur
Parajes et al, J Clin Endocrin Metab 95(2) (2010) / Parajes et al,
PLoS ONE 3:1 (2008) / Barr et al, Clin Endocrinol 65:816 (2006)
/ Höppner, Med Genet 16:292 (2004) / Speiser et al, N Engl J
Med 349:776 (2003) / Keegan et Killeen, J Mol Diagn 3:49
(2001) / Lee, Clin Genet 59:293 (2001) / White et Speiser,
Endocr Rev 21:245 (2000) / Escobar-Morreale et al, Fertil Steril
72 :629 (1999) / Wedell, J Pediat Endocr Metab, 11:581 (1998)
/ Jaaskelainen et al, J Clin Endocr Metab 82:3293 (1997)
102
Agammaglobulinämie Bruton (XLA) [D80.0]
OMIM-Nummer: 300755, 300300 (BTK)
Dr. rer. nat. Barbara Grumbt, Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
XLA (Inzidenz ca. 1:100.000) ist ein primär humorales
Immundefekt-Syndrom, das auf einer Reifungsstörung der B-Zellen beruht. Die klinische Symptomatik
beginnt zwischen dem 4. und 12. Lebensmonat mit
schweren bakteriellen Infektionen (wie z.B. Otitis
media, Pneumonie, Meningitis, Sepsis) v.a. durch
bekapselte Keime. Zu den häufigsten Infektionen zählt
die chronische Sinusitis. Obwohl die Abwehr gegen
virale Infektionen im allgemeinen nicht beeinträchtigt
ist, sind die Patienten anfällig für EnterovirusInfektionen. Bei einem Teil der Betroffenen kommt es
zu chronischen Infektionen wie z.B. Dermatomyositis
oder Meningoenzephalitis, etwa 20% entwickeln
Arthritiden. Die B-Zell-Reifungsstörung äußert sich in
massiv erniedrigten B-Zellzahlen, einem nahezu kompletten Fehlen der Plasmazellen und Immunglobuline
aller Isotypen. T-Lymphozytenzahlen und -funktionen
sind normal. Bei der klinischen Untersuchung fallen
trotz der gehäuften Infektionen kleine oder fehlende
Tonsillen, Adenoide und Lymphknoten auf. Die
Therapie besteht in der Gabe von Immunglobulinen
sowie Antibiotika gemäß dem jeweiligen Erregerspektrum. Als Komplikation findet sich v.a. eine chronische Lungenerkrankung sowie ein erhöhtes Risiko
für Darmkrebs und lymphoretikuläre Malignome.
XLA wird durch Mutationen im BTK-Gen verursacht,
das auf dem X-Chromosom lokalisiert ist und in allen
hämatopoetischen Zelllinien (außer T-Lymphozyten
und Plasmazellen) exprimiert wird. Es gibt keine klare
Genotyp-Phänotyp-Korrelation, auch innerhalb der
Familie besteht klinische Variabilität. Obligate weibliche Überträgerinnen zeigen eine „non-random“ XInaktivierung in ihren B-Zellen.
Indikation
V.a. und DD Agammaglobulinämie Bruton, Überträgerinnenstatus bei Frauen mit positiver Familienanamnese
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: XLA (ICD-10 Code: [D80.0])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche BTK-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik BTK-Gen
Hinweis:Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 18 codierenden Exons des BTK-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des BTK-Gens auf das Vorhandensein von Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I und II: 4–6 Wochen
Literatur
Lee et al, J Clin Immunol 30:121 (2010) / Toth et al, Mol
Immunol 46:2140 (2009) / Väliako et al, Hum Mutation
27:1209 (2006) / Lopez-Granados et al, J Allergy Clin Immunol
116:690 (2005) / XLA in: Stiehm/Ochs/Winkelstein:
Immunologic disorders in infants and children 5 th Edition,
(2004) / Conley, Clin Immunol 93:189 (1999) / Holinski-Feder
et al, Pediatrics 101:276 (1998) / Bruton, Pediatrics 9:722
(1952)
Alopezie (Atrichia mit papulären Läsionen,
APL) [Q84.0]
OMIM-Nummer: 209500, 602302 (HR-Gen)
Dipl.-Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Haarausfall (Alopezie) tritt in mehreren, phänotypisch
unterscheidbaren Fomen auf, die zum Teil eine starke
genetische Komponente aufweisen. APL (Atrichie mit
papulären Läsionen) ist ein spezieller sehr seltener
Typ genetisch bedingten Haarausfalls, der durch
Mutationen im Hairless-Gen (HR) verursacht wird, die
bisher vorwiegend in Familien aus dem arabischen
Raum nachgewiesen wurden. Das klinische Bild zeigt
über den ganzen Körper verteilt papilläre Läsionen mit
vollständiger Haarlosigkeit, in den Haarfollikeln finden
sich zystische Malformationen. Betroffene Kinder
kommen mit Haaren auf die Welt, verlieren diese
jedoch bald nach der Geburt. Im Gegensatz zu anderen Formen des genetisch bedingten Haarausfalls
(Alopecia areata, Alopecia universalis) ist APL resistent gegenüber klassischen Therapiemaßnahmen
(Kortikosteroid-, Cyclosporin- oder PUVA-Therapie).
Es kann daher differentialdiagnostisch sinnvoll sein,
durch eine Analyse des HR-Gens vor Behandlungsbeginn abzuklären, ob es sich um eine APL oder eine
andere Form der Alopezie handelt. Zur Abgrenzung
eines androgenbedingten Haarausfalls besteht die
Möglichkeit einer genetischen Untersuchung des
MX1-Gens.
Bei Alopecia areata handelt es sich um eine Sonderform des Haarausfalls, die auf eine chronische
Entzündung mit autoimmunologischem Charakter
zurückgeht. Für diesen Typ konnte eine Assoziation
mit HLA-DR11 und HLA-DQ*03 nachgewiesen werden.
Indikation
DD genetisch bedingter Haarausfall, Identifikation
therapieresistenter Formen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: V.a Alopezie areata
oder
V.a. Atrichia mit papulären Läsionen, APL [Q84.0]
Auftrag:
Alopecia areata: HLA-DR11 /-DQ*03Typisierung
oder
Mutationssuche HR-Gen
Hinweis:Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle Exons des HR-Gens
einschließlich Spleißstellen sequenziert oder
Abschnitte des HLA-DR/DQ-Locus analysiert. Die
Allelzuordnung erfolgt durch SSO .
Dauer der Untersuchung
Alopecia areata: ca. 1 Woche
APL: ca. 4 Wochen
Literatur
Nucara et al, Dermatol Online J. 17:3 (2011) / Paradisi et al,
Eur J Dermatol 15:332 (2005) / Indelman et al, Br J Dermatol
148:553 (2003) Henn et al, J Am Acad Dermatol 47:519 (2002)
/ Sprecher et al, Am J Med Genet 80:546 (1998) Cichon et al,
Hum Mol Genet 11:1671 (1998) / Ahmad et al, Science
279:720 (1998)
Alpha-1-Antitrypsin-Mangel [E88.0]
OMIM-Nummer: 613490, 107400 (SERPINA1)
Dr. rer. nat. Karin Mayer, Dipl.-Biol. Christine Schack,
Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Alpha-1-Antitrypsin (AT)-Mangel ist eine autosomalrezessiv vererbte Erkrankung, welche durch
Lungenemphysem und Leberzirrhose in variabler klinischer Ausprägung gekennzeichnet ist. Die Serumkonzentration an Alpha-1-AT ist erniedrigt. Alpha-1AT wird vom SERPINA1 (PI)-Gen codiert und ist ein
wichtiger Proteaseinhibitor, dessen Mangel zu verstärkten Elastase-vermittelten Lyseprozessen v.a. bei
pulmonalen Infekten führt.
Das polymorphe SERPINA1-Gen wird in 3 Allel-Typen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
unterteilt: Normal (M), Defizienz (Z, S) und Null. Das
PI*Z-Allel (Glu342Lys) ist mit einer Frequenz von 1-5%
das verbreitetste in Europa und am häufigsten in
Skandinavien anzutreffen. Homozygote ZZ-Anlageträger (Prävalenz 1:2.000-7.000) haben eine auf 1015% erniedrigte Serumkonzentration von Alpha-1-AT
mit einem deutlich erhöhten Risiko für eine chronisch
obstruktive Lungenerkrankung (COPD). Zusätzlich
akkumuliert ein hoher Anteil des Proteins in Hepatozyten, was zu Zellschädigung und Leberzirrhose führen kann. Bei etwa 10% entwickelt sich bereits im
Säuglingsalter ein neonatales hepatisches Syndrom
mit Ikterus. Heterozygote MZ-Anlageträger weisen
ebenfalls eine verminderte Alpha-1-AT-Konzentration
im Serum auf, das Risiko für COPD ist erhöht. Die
Häufigkeit des PI*S-Allels (Glu264Val) liegt in Europa
bei 2-4%, mit der höchsten Frequenz auf der iberischen Halbinsel. Heterozygote SZ-Anlageträger haben
ein COPD-Risiko, das zwischen dem der MZ- und der
ZZ-Anlageträger liegt. Homo- und heterozygote Träger
des S-Allels haben vermutlich kein erhöhtes Risiko für
eine Lungen- oder Lebererkrankung. Zigarettenrauch
gilt als Hauptrisikofaktor für COPD bei Trägern eines
PI*-Risikoallels. Null-Allele sind sehr selten und werden durch Stopp- und Spleißmutationen sowie
Deletionen im SERPINA1-Gen verursacht.
Indikation
Patienten mit erniedrigter Alpha-1-AT-Serumkonzentration, positiver Familienanamnese, Lungenemphysem
oder COPD sowie Neugeborene und Kinder mit chronischer Hepatitis unklarer Genese.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Alpha1-AT-Mangel (ICD-10 Code: [E88.0])
Auftrag:
Stufe I: PI*Z- / PI*-S-Genotypisierung
und/oder
Stufe II: Mutationssuche SERPINA1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden zwei
Abschnitte des SERPINA1-Gens amplifiziert. Der
Mutationsnachweis
erfolgt
durch
SondenHybridisierung
und
Schmelzkurvenanalyse
(Lightcycler-Assay).
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 4 Exons
des SERPINA1-Gens sequenziert (nach Rücksprache).
104
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 5 Tage
Stufe II: ca. 3 Wochen
Literatur
Stoller et Aboussouan, Am J Respir Crit Care Med 185:246
(2012) / Kaplan & Cosentino, Can Fam Physician 56:19 (2010)
/ Fregonese & Stolk, Orphanet J Rare Dis 3:16 (2008) / Dahl et
al, Eur Respir J 26:67 (2005) / Chappell et al, Hum Mutat
24:535 (2004) / De Meo et al, Thorax 59:259 (2004) / Hersh et
al, Thorax 59:843 (2004) / Parfrey et al, Int J Biochem Cell Biol
35:1009 (2003) / Carell et al, N Engl J Med 346:45 (2002)
Alpha-Thalassämie [D56.0]
OMIM-Nummer: 604131, 141800 (HBA1), 141850
(HBA2)
Dipl.-Biol. Birgit Busse, Dipl.-Biol. Wolfgang Rupprecht
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Alpha-Thalassämie beruht auf einer quantitativen
Störung der α-Globinketten-Synthese. Durch das
Defizit an α-Globinketten kommt es zur Bildung von
Überschusshämoglobinen, die maßgeblich am Krankheitsbild der Alpha-Thalassämie beteiligt sind. Wie
andere Hämoglobinopathien auch, tritt die Erkrankung
gehäuft in Ländern auf, in denen Malaria endemisch
ist und wird deshalb mit einer gewissen Resistenz
gegenüber Plasmodien in Verbindung gebracht.
Besonders häufig findet man Alpha-Thalassämie in
Völkern Asiens, Arabiens und Afrikas sowie den
Mittelmeerländern.
Die häufigste molekulargenetische Ursache für AlphaThalassämie ist die Deletion eines oder mehrerer αGlobin-Gene. Da in der normalen menschlichen Zelle
der α-Globin-Genkomplex aus 4 α-Globin-Genen
besteht (je ein HBA1- und ein HBA2-Gen auf jedem
Chromosomen 16), ist der Schweregrad des
Krankheitsbildes abhängig von der Anzahl der deletierten α-Globin-Gene. In seltenen Fällen können auch
Punktmutationen bzw. kleinere Deletionen und
Insertionen in den α-Globin-Genen für eine AlphaThalassämie ursächlich sein. Klinisch lässt sich die
Symptomatik in 4 Schweregrade einteilen:
- Asymptomatische Form: Nur ein α-Globin-Gen ist
deletiert. Die Erkrankung wird meist nur zufällig
entdeckt, da alle hämatologischen Parameter
unauffällig sind.
- Alpha-Thalassaemia minor: Deletion von zwei αGlobin-Genen, geringe hämatologische
Veränderungen (Hypochromasie, Mikrozytose).
- HbH-Krankheit: Es ist nur noch ein funktionelles αGlobin-Gen vorhanden. Ein wesentliches Kennzeichen ist die unterschiedlich stark ausgeprägte
hypochrome, mikrozytäre Anämie und der
Nachweis von Hämoglobin H (HbH), einem
Tetramer aus vier ß-Globinketten (ß4).
- Hb-Bart’s-Hydrops-fetalis-Syndrom: vollständiger
Verlust der α-Globin-Gene, ist in der Regel nicht
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
mit dem Leben vereinbar. Die betroffenen Kinder
sterben meist noch im Mutterleib oder kurz nach
der Geburt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I (Hämatologie): 1 Woche
Stufen II-III (Molekulargenetik): je Stufe 2-4 Wochen
Literatur
Kohne et Kleihauer, Dtsch Arztebl Int 107:65 (2010) /
Vichinsky, Hematology Am Soc Hematol Educ Program 35
(2009) / Fucharoen et Viprakasit, Hematology Am Soc
Hematol Educ Program 26 (2009) / Voon et Vadolas,
Haematologica 93:1868 (2008) / Rund et Fucharoen, Curr Mol
Med 8:600 (2008) / Schrier et Angelucci, Annu Rev Med
56:157 (2005) / Thein, Annu Rev Med 56:157 (2005) / Kohne,
J Lab Med 28:400 (2004) / Lentze et al (eds) Pädiatrie, 2.
Auflage, SpringerVerlag (2003) / Chui et Waye, Blood 91:2213
(1998) / Kleihauer et al, Anomale Hämoglobine und
Thalassämiesyndrome, ecomed Verlag (1996) / Higgs,
Baillieres Clin Haematol 6:117 (1993)
Kristallstruktur des Hämoglobins nach Tame und Vallone
(2000). Datensatz 1A3N der Protein Data Bank
(www.pdb.org).
Indikation
V.a. und DD α-Thalassämie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: α-Thalassämie (ICD-10 Code: [D56.0])
Auftrag:
Stufe I: Blutbild, Hb-Differenzierung
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik im α-Globin-Genkomplex
und/oder
Stufe III: Mutationssuche HBA1- und HBA2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
Stufe I( Hämatologie): 5 ml EDTA-Blut
Stufe II-III (Molekulargenetik): 1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I (Hämatologie): Blutbild, Hb-Differenzierung
Stufe II (Molekulargenetik): Aus genomischer DNA
wird mittels Gap-PCR auf die 7 häufigsten Deletionen
(-α3.7, -α4.2, --SEA, --FIL, --THAI, --MED, -(α)20.5) im α-GlobinGenkomplex bzw. mittels MLPA auf das Vorliegen von
Deletionen oder Duplikationen des α-GlobinGenkomplexes untersucht.
Stufe III (Molekulargenetik): Aus genomischer DNA
werden alle 3 Exons des HBA1- und des HBA2-Gens
einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Alport-Syndrom (ATS) [Q87.8]
OMIM-Nummer: 301050, 303630 (COL4A5), 203780,
104200, 120070 (COL4A3), 120131 (COL4A4)
Dr. med. Julia Höfele
Wissenschaftlicher Hintergrund
Beim ATS handelt es sich um eine progressive hereditäre Nephropathie mit Proteinurie und Hämaturie
und im weiteren Verlauf terminalem Nierenversagen
(ESRD). Weitere Symptome sind Innenohr-Schwerhörigkeit (60-80%) und Augenveränderungen
(Lenticonus anterior, 25-40%). Ursächlich sind
Veränderungen im Typ IV-Kollagen, wodurch es zu
Strukturdefekten in der glomerulären Basalmembran
kommt. Typ IV-Kollagen besteht aus 6 homologen
α-Ketten, codiert durch die Gene COL4A1-COL4A6.
Jede α-Kette enthält eine Kollagen-Domäne, einen
Kollagenschwanz und zwei nicht-kollagene Domänen.
Durch die Aminosäure Glycin an jeder 3. Position bildet der Kollagenschwanz eine Triple-Helix-Struktur
aus.
Bisher sind 3 ursächliche Gene für das Alport-Syndrom
bekannt: COL4A3 und COL4A4 (autosomal-dominanter und autosomal-rezessiver Erbgang) und COL4A5
(X-chromosomal). Die Häufigkeit für alle Formen liegt
bei ca. 1:5.000, der X-chromosomale Erbgang ist mit
85% am häufigsten. Bei autosomal-dominantem
Erbgang ist der Verlauf oft milder mit späterer ESRD.
Etwa 15% der Fälle werden durch Neumutationen verursacht. Inframe- oder Missense-Mutationen sind mit
mildem Verlauf und spätem Beginn der ESRD assoziiert,
Frameshift-,
Nonsenseund
große
Rearrangement-Mutationen führen zu schwerem
Verlauf mit früher ESRD. Mutationen in der Triple-Helix
des Kollagenschwanzes führen zur Abknickung oder
verändertem dreidimensionalen Aufbau der Helix bzw.
Verkürzung des Genproduktes.
Die Heterozygotenfrequenz für den autosomal-rezessiven Erbgang liegt bei unter 1:120. Die familiäre benigne Hämaturie (FBH) ist phänotypisch nicht vom Alport-
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Carrier zu unterscheiden. Einige Patienten mit FBH tragen eine heterozygote Mutation in COL4A3 bzw.
COL4A4. Kinder von Eltern mit FBH und jeweils einer
heterozygoten Mutation in COL4A3 können ein AlportSyndrom entwickeln. Daher gilt die FBH als Heterozygotie für die autosomal-rezessive Form des ATS.
Anlageträgerinnen der X-chromosomalen Form können eine Hämaturie und eine geringe Proteinurie und
evtl. später eine ESRD zeigen.
Indikation
V.a. Alport-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Alport-Syndrom (ICD-10 Code: [87.8])
Auftrag:
Stufe I: Mutationsanalyse im COL4A5-, COL4A3- und
COL4A4-Gen
Stufe II: MLPA-Analyse im COL4A5-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2-3 ml EDTA-Blut
Methode
Die Mutationssuche erfolgt durch direkte DNASequenzierung der Amplifikationsprodukte.
Dauer der Untersuchung
3-4 Wochen
Literatur
Hou et al, Am J Nephrol 27:538 (2007) / Hudson et al, N Engl
J Med 348:2543 (2003)
Alzheimer Erkrankung, Frühform (AD1) [F00.0]
OMIM-Nummer: 104300, 104760 (APP), 607822,
104311 (PSEN1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Alzheimer Erkrankung ist mit einer Prävalenz von
1:5 bei über 80-jährigen die häufigste Form der
Altersdemenz. Für alle Formen der Alzheimer
Erkrankung ist eine Beteiligung genetischer Faktoren
bekannt.
Mutationen im Präsenilin 1- (PSEN1) und im AmyloidVorläufer-Protein-Gen (APP) sind mit der autosomaldominant vererbten hereditären Frühform von M.
Alzheimer assoziiert (Beginn der Erkrankung vor dem
60. Lebensjahr). Etwa 65% der Fälle sind auf
Mutationen im PSEN1-Gen und ca. 15% auf
Mutationen im APP-Gen zurückzuführen. Eine weitere
Ursache für die Erkrankung sind in <5% der Fälle
Mutationen im PSEN2-Gen. Für die verbleibenden ca.
15% gibt es zum Teil Hinweise auf Assoziation zu noch
nicht näher charakterisierten Genen. PSEN1 und
PSEN2 codieren für zwei der vier Proteine , die
Bestandteil des Gamma-Sekretase-Proteinkomplexes
sind. Dieser Komplex ist an der Prozessierung des
Beta-Amyloid-Vorläufer- Proteins zu Beta-Amyloid
beteiligt. APP codiert für das Beta-Amyloid-VorläuferProtein, ein ubiquitär exprimiertes, transmembranöses
Protein. Mutationen im PSEN1- oder APP-Gen führen
zu einer Zunahme von Beta-Amyloid 42 (Aβ42) zu
Lasten von Aβ40. Beide Proteine sind ein wesentlicher Bestandteil der neuritischen Plaques. Allerdings
aggregiert das stärker hydrophobe Aβ42 rascher zu
den toxischen Fibrillen.
Relaves
Erkrankungsrisiko
PSEN1-Mutaon
Apo E4/E4
Apo E3/E3
Apo E2/E2
Lebensalter (J)
Einfluss genetischer Faktoren auf den Erkrankungsbeginn
(Modell). Ein weiterer genetischer Faktor für Alzheimer
Erkrankung ist der Apolipoprotein E-Genotyp. Die Isoform
E4 ist mit einer Prädisposition für die familiäre “late
onset" und die sporadische Form von M. Alzheimer assoziiert.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Alzheimer Erkrankung, Spätform (AD2) [F00.1]
β−Sekretase
BACE
α−APPs
β−APPs
α−Sekretase
TACE
γ−Sekretase
PS-Komplex
γ−Sekretase
PS-Komplex
P6
Aβ42
Aβ40
C83
APP
C99
P6
P6
Prozessierung des β-Amyloid-Vorläuferproteins (APP)
durch Sekretasen: Aβ40 undAβ42 sind Hauptbestandteile
der β-Amyloidplaques.
PS = Präsenilin, TACE = Metalloprotease mit α-SekretaseAktivität, BACE = β-Sekretase.
Indikation
V.a. und DD familiäre Frühform der Alzheimer
Erkrankung
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: AD1 (ICD-10 Code: [F00.0])
Auftrag: Mutationssuche PSEN1- und APP-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 10 Exons des
PSEN1-Gens und 2 Exons des APP-Gens einschließlich
Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3-4 Wochen
Literatur
Wallon et al, J Alzheimers Dis 30:847 (2012) / Nelson et al, J
Clin Invest 117:1230 (2007) / Raux et al, J Med Genet 42:793
(2005) / Tanzi et al, Cell 120:545 (2005) / Kowalska et al, Pol J
Pharmacol 56:171 (2004) / Casserly et al, Lancet 363:1139
(2004) / Mertens, Dt Ärzteblatt Heft 36 (2002) / Esler et
Wolfe, Science 293:1449 (2001) / Bertram et Tanzi, Curr
Neurol Neurosci Rep 1:442 (2001) / Li et al, Nature 405:689
(2000)
OMIM-Nummer: 104310, 107741 (APOE)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl.-Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Alzheimer Krankheit ist eine progredient verlaufende, neurodegenerative Erkrankung, deren
Prävalenz mit zunehmendem Lebensalter steigt, so
dass ca. 25% der über 85-Jährigen an dieser Form der
Altersdemenz leiden. Für alle Formen der Alzheimer
Erkrankung ist eine Beteiligung genetischer Faktoren
bekannt. Einer dieser Faktoren ist das Apolipoprotein
E (ApoE), welches im Lipidstoffwechsel eine zentrale
Rolle spielt.
Zwei Polymorphismen im APOE-Gen führen zu den
Aminosäureaustauschen Cys112Arg (rs429358) und
Arg158Cys (rs7412), wodurch die drei Isoformen
ApoE2, ApoE3 und ApoE4 entstehen (Allelfrequenz:
E2: 11%, E3: 72% und E4: 17%). Das APOE4-Allel ist ein
Risikofaktor für die Spätform („late-onset“) der
Alzheimer Erkrankung, wobei Erkrankungsrisiko und –
alter mit der Anzahl der APOE4-Allele korrelieren
(Gendosis-Effekt). Heterozygotie für das APOE4-Allel
ist mit einem ca. 4-fach, Homozygotie mit einem bis
zu 12-fach erhöhten Risiko für die Spätform der
Alzheimer Erkrankung assoziiert. Zusätzlich reduziert
sich das Durchschnittsalter für den Erkrankungsbeginn um ca. 10 Jahre. Im Gegensatz dazu scheint die
Isoform ApoE2 einen protektiven Effekt zu haben, so
dass Träger des APOE2-Allels ein geringeres
Erkrankungsrisiko aufweisen.
Die APOE-Genotypisierung eignet sich allerdings nicht
zur prädiktiven Diagnostik symptomfreier Individuen,
sondern ausschließlich zur Differentialdiagnostik und
Früherkennung einer Alzheimer Erkrankung.
Indikation
V.a. Alzheimer Erkrankung, DD Demenz unklarer
Genese
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: AD2 (ICD-10 Code: [F00.1])
Auftrag: APOE-2/3/4 Genotypisierung
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird ein Abschnitt des APOEGens amplifiziert. Der Nachweis der Genotypen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
erfolgt durch Sonden-Hybridisierung und Schmelzkurvenanalyse (Lightcycler-Assay).
Dauer der Untersuchung
5 Tage
Literatur
Holtzman et al, Cold Spring Harb Perspect Med 2:a006312
(2012) / Berlau et al, Neurology 72: 829 (2009) / Richard et al,
N Engl J Med 361:255 (2009) / Raux et al, J Med Genet 42:793
(2005) / Tanzi et al, Cell 120:545 (2005) / Kowalska et al, Pol J
Pharmacol 56:171 (2004) / Casserly et al, Lancet 363:1139
(2004) / Mertens, Dt Ärzteblatt Heft 36 (2002) / Esler et
Wolfe, Science 293:1449 (2001) / Bertram et Tanzi, Curr
Neurol Neurosci Rep 1:442 (2001) / Li et al, Nature 405:689
(2000)
Amyloidose, familiäre Form [E85.1] [E85.2]
OMIM-Nummer: 105210, 176300 (TTR)
Dipl.-Biol. Birgit Busse, Dipl.-Biol. Wolfgang Rupprecht,
Prof. Dr. Reinhold P. Linke
Wissenschaftlicher Hintergrund
Unter den Amyloidosen versteht man eine heterogene
Gruppe von Krankheiten, bei denen im Extrazellularraum fehlgefaltete Proteine in Fibrillenform, genannt
Amyloid, abgelagert werden, die durch stete
Anhäufung zum Funktionsverlust von Organen und
zum frühzeitigen Tode führen. Die generalisierten
Amyloidosen sind praktisch immer fatal. Das als
Amyloid abgelagerte jeweilige Protein bestimmt die
Amyloidklasse, von denen es heute über 25 gibt. Auch
innerhalb einer Klasse gibt es verschiedene Syndrome,
welche die Klinik der Amyloidosen sehr komplex
erscheinen lässt. Es gibt lokale, organlimitierte und
generalisierte Amyloidosen, deren unterschiedliche
Pathogenese eine individuelle Therapie erfordert.
Eine präzise Diagnostik ist daher die Vorraussetzung
für eine spezifische Therapie.
Neben den erworbenen Formen der Amyloidose (z.B.
in Folge eines Malignoms oder einer chronisch-entzündlichen Erkrankung) sind erbliche Formen
beschrieben, die meist einem autosomal-dominanten
Erbgang folgen. Die häufigsten Amyloidosen betreffen
die Alzheimer Erkrankung und den Typ II-Diabetes.
Unter den generalisierten Formen sind die
Amyloidosen bei monoklonalen Gammopathien
(ALλ, ALκ, AHγ) und die Amyloidosen vom
Transthyretin-Typ-(ATTR) die häufigsten. Bei den
Letzteren gibt es zwei Gruppen, einmal die sporadische Altersamyloidose vom ATTR-Typ mit vor allem
kardialen Symptomen und zum anderen die hereditäre ATTR-Amyloidose, die nicht nur in jüngeren Jahren
auftritt, sondern auch unter dem Bild der familiären
Polyneuropathie mit progredienter, aufsteigender
Polyneuropathie, Kardiomyopathie, Herzrhythmusstörung, Diarrhöe und Malabsorption einhergeht. Bei
den AA-Amyloidosen, die durch chronische
Entzündungen verursacht sind, findet sich Amyloid
108
hauptsächlich in den parenchymatösen Organen wie
Milz, Niere, Leber und Darm.
Die Diagnostik der Amyloidose erfolgt in drei Schritten:
- Nachweis von Amyloid in einer Gewebeprobe
mit Hilfe der Kongorotfärbung. Gewebe wird
durch Exzision, meist aber durch Biopsien aus
Organen (Herz, Niere, Intestinum, Rektum,
Haut, Leber u. a.) oder durch Aspiration von subkutanem Fettgewebe gewonnen. Ist Amyloid
histologisch über die grüne Doppelbrechung im
polarisierten Licht nachgewiesen, erfolgt der
zweite Schritt.
- Immunhistochemische Klassifizierung der
Amyloidosen mit Hilfe speziell hergestellter
Antikörper. Diese sind derzeit noch nicht
kommerziell verfügbar, die Analytik kann
jedoch als Serviceleistung in Anspruch genommen werden (www.amymed.de).
- Auf den Hinweis oder den Nachweis einer
hereditären Amyloidose (s. Tabelle) erfolgt
die molekulargenetische Analytik des identifizierten Proteins.
Die häufigste erbliche Form der Amyloidosen ist die
Transthyretin Amyloidose (ATTR). Sie wird durch
Mutationen im TTR-Gen verursacht und folgt einem
autosomal-dominanten Erbgang. Die häufigste
Mutation ist hierbei die Punktmutation V30M (portugiesisch japanische Form). Das TTR-Gen codiert für
das Serumprotein Transthyretin (Präalbumin). Bis
heute sind über 80 Mutationen in diesem Gen
bekannt, die zu einer Amyloidose führen. Da die Leber
den Hauptsyntheseort des Transthyretins darstellt, ist
eine Lebertransplantation die bisher einzig effektive
Therapie der ATTR-Amyloidose. Diagnose und
Indikation zur Transplantation müssen frühzeitig
gestellt werden, da eine Remission bereits manifester
Symptome nach der Transplantation nur in geringem
Maße zu erwarten ist.
Die nachfolgende Tabelle gibt eine Übersicht über die
hereditären Amyloidosen, die sich nicht nur in der
Organmanifestation unterscheiden, sondern auch
über die verschiedenen Mutationen, über die jede der
heriditären Amyloidosen sehr präzise diagnostiziert
werden kann. Der molekulargenetische Nachweis der
jeweiligen Mutationen ist daher wichtig für die
Prognose und die individuelle Therapie.
Indikation
V.a. und DD hereditäre Amyloidose bei entsprechendem Phänotyp
Hinweis
Eine molekulargenetische Diagnostik ist nur sinnvoll,
wenn eine Amyloidose familiär auftritt, durch das
Auffinden eines Amyloid-Typs (bei fehlendem
Stammbaum) Erblichkeit möglich, sehr wahrscheinlich
oder bewiesen ist und wenn ein Familienmitglied eine
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Nr.
1
Protein
(Amyloidklasse)
Amyloid-A1,2
(AA)
Bezeichnung der Amyloidkrankheit
Klinik und Organbefall, Krankheiten
(sporadische Amyloidosen in Klammern)
Familiäres Mittelmeerfieber FMF Typ I (Reaktive Amyloidose)
FMF Typ II
Periodische Polyserositis, general. Amyloidose
Beginn asymptomatisch, später Amyloidose
Muckle-Wells-Syndrom (MWS)
2
3
4
5
6
7
Immunglobuline
(AL, AH)
Transthyretin
(ATTR)
Verschiedene periodische
Fiebersyndrome (TRAPS)
(bei monoklonalen Gammopathien)
Erbliche AL-Amyloidose (sehr selten)
Fam. Amyloid-Polyneuropathie Fam.
Amyloid-Kardiomyopathie
(>80 verschiedene Mutationen)
Finnische, fam. Polyneuropathie der Hirnnerven
Lysozym
(ALys)
Fam. Nephropathie
(verschiedene Mutationen)
Cystatin C
(ACysC)
Isländische fam. Apoplexie
(Senile systemische Amyloidose)
Autonome und sensomotorische Polyneuropathie, z.T.
mit Beteiligung von Niere, Herz, Haut,
Leptomeningen und Auge je nach Mutationstyp
Gesichtsparese, später generalisierte
Amyloidose
Fam. Amyloid-Nephropathie
(verschiedene Mutationen)
(Altersdeposits im kollagenen Bindegewebe) ähnlich wie
3, aber meist ohne Polyneuropathie,
z.T Herz-, Leber- u. Hautbeteiligung
Nephropathie, Nephrose, z.T. Herzbeteiligung
Fam. Nephropathie
(verschiedene Mutationen)
Nephropathie und Nephrose
Beta-Protein
(Ab)
Alzheimer Komplex
(sporadisch und hereditär mit unterschiedlichen Mutationen verschiedener Proteine wie Ab, AbPP, PS-1, PS-2)
10
Prionprotein
(APrP)
Spongiforme Enzephalopathien (SE) beim Menschen
und beim Tier (bovine SE = BSE)
(Senile Alzheimer Erkrankung)
(Congophile Amyloid-Angiopahie (CAA))
Hereditär präsenile Alzheimer Erkrankung
Hereditäre CCA
Down-Syndrom
11
Unbenannt
ADan/ABri
8
9
FibrinogenAa
(AFib)
Periodische Fieber, z.T. general. Amyloidose
Hereditäre monoklonale
Gammopathien
Gelsolin
(AGel)
Apolipoprotein A-I
(ApoA1)
Periodisches Fieber, Innenohrschwerhörigkeit, Urtikaria,
generalisierte Amyloidose
Übersicht über die hereditären Amyloidklassen beim Menschen
Amyloidose hat oder hatte. Sollte die Amyloidklasse,
d.h. das amyloidogene Protein, nicht bekannt sein,
sollte es vorher diagnostiziert werden, um das entsprechende Gen direkt analysieren zu können.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Amyloidose (ICD-10 Code: [E85.1], [E85.2])
Auftrag:
Stufe I: TTR-V30M Mutationsnachweis
und/oder
Stufe II: Mutationssuche TTR-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Periphere, zerebrale Massenblutungen infolge leptomeningealer Amyloidablagerungen
(Creutzfeldt-Jacob-Krankheit)
Hereditäre Creutzfeldt-Jacob-Krankheit
Gerstmann-Sträußler-Scheinker-Krankheit
Fam. Schlaflosigkeit
Hereditäre Demenz
Einsendung von Gewebeproben für die AmyloidAnalytik (Fremduntersuchung)
Für den Nachweis von Amyloid und dessen
Klassifizierung (Amyloid-Typing) können 20 ParaffinLeerschnitte entweder von fixierten Organbiopsien
oder von Paraffinblöcken mit fixiertem Gewebe,
Organbiopsien in Formalin oder Fettgewebsaspirate
entweder aufgepresst auf Objektträgern oder in
Formalin (4% gepuffertes Formaldehyd) eingesandt
werden. Bitte ausführlichen Arztbrief beilegen
(www.amymed.de).
Material
1 ml EDTA-Blut
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird Exon 2 des TTRGens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die restlichen
3 Exons des TTR-Gens sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 1 - 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Almeida et Saraiva, FEBS Lett 586:2891 (2012) / Rapezzi et al,
Amyloid 19 Suppl 1:16 (2012) / Saraiva et al, Curr Med Chem
19:2304 (2012) / Ando et Ueda, Curr Med Chem 19:2312
(2012) / Bulawa et al, PNAS 109:9629 (2012) / PlanteBordeneuve et Said, Lancet Neurol 10:1086 (2011) / Eriksson
et al, Am J Surg Pathol 33:58 (2009) / Röcken et al, Dtsch Med
Wochenschr 131:45 (2006) / Linke in Uversky and Fink (eds):
Protein Misfolding, aggregation and conformational diseases,
Protein Reviews, Volume 4, (Atassi, ed); Ch 11.1:239 ff (2006)
/ Schönland, Deutsches Ärzteblatt 34/35:2237 (2006) /
Biewend et al, Amyloid 13:135 (2006) / Obici et al, Amyloid
13:191 (2006) / Buxbaum, Genes Immun 7:439 (2006) / Ando
et al, Arch Neurol 62:1057 (2005) / Stangou et Hawkins, Curr
Opin Neurol 5:615 (2004) / Merlini et Bellotti, N Engl J Med
349:583 (2003) / Sousa et Saraiva, Prog Neurobiol 71:385
(2003) / Conners et al, J Prot Folding Disord 10:198 (2003) /
Saraiva, Hum Mutat 6:493 (2001) / Linke in Maier and Blum
(eds): VIII. Gastroenterologie Serminarwoche Titisse, pp. 188
ff, FalkFoundation Freiburg (2000)
Aneurysmen Osteoarthritis Syndrom (AOS)
[I71.1] [I71.2]
OMIM-Nummer: 613795, 603109 (SMAD3)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
2011 wurde ein weiterer Genort für TAAD auf Chromosom 15q22.2–24.2 lokalisiert und Missense-Mutationen in dem darin enthaltenen Gen SMAD3 identifiziert. Anhand von drei großen MehrgenerationenFamilien wurde eine autosomal-dominant vererbte
syndromale Form von Aortenaneurysmen und
Dissektionen in Verbindung mit Osteoarthritis
(Aneurysms Osteo-arthritis Syndrome (AOS))
beschrieben. Die Patienten mit AOS weisen außer
TAAD auch geschlängelte Arterien, kraniofaziale,
Skelett- und Hautauffälligkeiten auf. Ursache sind
Mutationen im Gen für SMAD3 (SMA- and MAD-related Protein 3), einem weiteren Molekül des
Transforming Growth Factor-ß Signal-übertragungswegs in der Arterienwand. In der Folge wurden
SMAD3-Mutationen auch in 2% der Patienten mit
TAAD identifiziert, bei denen die vorherige
Mutationsanalyse in FBN1, TGFBR1 und TGFBR2 negativ war. Aneurysmen Osteoarthritis Syndrom wird
auch als Loeys-Dietz-Syndrom mit Osteoarthritis oder
Loeys-Dietz-Syndrom 1C bezeichnet.
110
Indikation
V.a. und DD familiäres thorakales Aortenaneurysma
mit Typ A-Dissektion (TAAD) oder Aneurysmen
Osteoarthritis Syndrom (AOS)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Aneurysmen Osteoarthristis Syndrom (AOS)
(ICD-10 Code: [I71.1] [I71.2])
Auftrag: Mutationssuche SMAD3-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 9 Exons des
SMAD3-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3 Wochen
Literatur
van de Laar et al, Nat Genet 43:121 (2011)
Angeborene thorakale Aortenerkrankungen
[I71.1] [I71.2]
Aortendissektion, familiär thorakaler Typ 3-Typ 7
(AAT3-AAT7)
Aneurysmen Osteoarthritis Syndrom (AOS)
Loeys-Dietz-Syndrom Typ 4 (LDS4) [I71.1] [I71.2]
OMIM-Nummer: 610380, 190182 (TGFBR2), 132900,
160745 (MYH11), 608967, 190181 (TGFBR1), 611788,
102620 (ACTA2), 613780, 600922 (MYLK), 613795,
603109 (SMAD3), 614816, 190220 (TGFB2)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Thorakale Aneurysmen der Aorta ascendens mit Typ
A-Dissektion (unmittelbar hinter der Aortenklappe)
(TAAD) können in Verbindung mit einem genetisch
bedingten Syndrom oder isoliert vorkommen.
Syndromale Bindegewebserkrankungen mit einem
hohen Risiko für TAAD sind das klassische MarfanSyndrom (MFS), das Loeys-Dietz-Syndrom (LDS) und
der vaskuläre Typ des Ehlers-Danlos-Syndroms (EDS
Typ IV)). Bei den isolierten Formen von TAAD sind
etwa 10-20% autosomal dominant vererbt, mit reduzierter Penetranz und variabler Expression. TAAD sind
sowohl klinisch als auch genetisch heterogen.
Bisher wurden in Kopplungsanalysen neun Genorte
für familiäre TAAD lokalisiert und sieben Gene identifiziert: AAT1 auf Chromosom 11q23-24, AAT2 auf
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Erkrankung
OMIM
ICD-10
Vererbung
609192
608967
Q25.4
610168
610380
609192
Familiäre Thorakale Aortendissektion Typ 3
(AAT3)
610380
Familiäre Thorakale Aortendissektion Typ 4
(AAT4)
132900
Marfan-Syndrom (MFS)
154700
Loeys-Dietz-Syndrom Typ 1B und 2B
(LDS1B, LDS2B)
Loeys-Dietz-Syndrom Typ 1A und 2A
(LDS1A, DS2A)
Familiäre Thorakale Aortendissektion Typ 5
(AAT5)
Familiäre Thorakale Aortendissektion Typ 6
(AAT6)
611788
Familiäre Thorakale Aortendissektion Typ 7
(AAT7)
613780
Gen
OMIM Gen
AD
TGFBR1
190181
Q25.4
AD
TGFBR2
190182
I71.1
I71.2
AD
TGFBR1
190181
I71.1
I71.2
AD
TGFBR2
190182
I71.1
I71.2
AD
ACTA2
102620
I71.1
I71.2
AD
MYH11
160745
I71.1
I71.2
AD
MYLK
600922
SMAD3
603109
TGFB2
190220
EFEMP2
604633
Q87.4
AD
Aneurysmen-Osteoarthritis-Syndrom (LoeysDietz-Syndrom Typ 1C) (AOS, LDS1C)
613795
Q25.4
AD
Loeys-Dietz-Syndrom Typ 4 (LDS4)
Arterial-Tortuosity-Syndrom (ATS)
614816
Q25.4
AD
Cutis laxa Typ 1B (ARCL1B)
208050
614437
Q82.8
AR
130050
Q79.6
Bikuspide Aortenklappe (AOVD1)
EDS, vaskulärer Typ (EDS Typ IV)
109730
I73.8
Q23.1
FBN1
AR
SLC2A10
AD
NOTCH1
AD
COL3A1
134797
606145
190198
120180
Syndromale und isolierte familäre Erkrankungen mit Risiko für Aortenaneurysmen und -dissektionen
Chromosom 5q13-14, AAT3 auf Chromosom 3p24-25
(TGFBR2-Gen), AAT4 auf Chromosom 16p13.13p13.12 (MYH11-Gen), AAT5 auf Chromosom 9q33q34 (TGFBR1-Gen), AAT6 auf Chromosom 10q22-24
(ACTA2-Gen) und AAT7 auf Chromosom 3q21 (MYLKGen). Für AAT1 und AAT2 wurde noch kein Gen identifiziert. 2011 wurde ein achter Genort für TAAD auf
Chromosom 15q22.2–24.2 lokalisiert (SMAD3-Gen).
2012 wurde ein weiteres Gen auf Chromosom 1q41
identifiziert (TGFB2-Gen).
Die Einteilung in AAT1-AAT7 erfolgte bisher chronologisch anhand der lokalisierten Genorte und spiegelt
den derzeitigen Stand der Forschung wieder. Mit der
Identifizierung zusätzlicher Gene wird zusehends von
dieser Einteilung abgewichen.
Indikation
V.a. und DD Isoliertes familiäres thorakales
Aortenaneurysma mit Typ A-Dissektion (TAAD)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: familiäre thorakale Aortendissektion
(ICD-10 Code: [I71.1] [I71.2])
Auftrag: Mutationssuche TAAD-Gene
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons
der in der folgenden Tabelle aufgeführten Gene einschließlich Spleißstellen sequenziert. Die Analyse der
Gene kann einzeln oder in Gengruppen erfolgen. Eine
Untersuchung mittels NGS ist derzeit keine
Regelleistung und kann nur auf Anfrage und mit einer
Kostenübernahmeerklärung durchgeführt werden.
Dauer der Untersuchung
auf Anfrage
Literatur
Zhang et al, Frontiers Biosci 18, 305 (2013) / Jondeau and
Boileau, Curr Atheroscler Rep 14:219 (2012) / von Kodolitsch
et al, Vasa 39:17 (2009) / Caglayan and Dundar, Eur J
Cardiothorac Surg 35:931 (2009) / Milewicz et al, Annu Rev
Genomics Hum Genet 9:283 (2008) / Tran-Fadulu et al, Am J
Med Genet A 140:1196 (2006) / Pannu et al, Ann NY Acad Sci
1085:242 (2006) / Pannu et al, Am J Med Genet 139C:10
(2005) / Khau Van Kien et al, Circulation 112:200 (2005)
Hasham et al, Circulation 107:3184 (2003)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Angelman-Syndrom (AS) [Q93.5]
OMIM-Nummer: 105830, 601623 (UBE3A)
Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Angelman-Syndrom (AS) zeigt klinisch eine schwere Entwicklungsverzögerung, wobei die Sprache
wesentlich stärker betroffen ist als die Motorik.
Frühsymptome sind inkonstantes Fixieren, unsicheres
Greifen, Muskelhypotonie; später finden sich eine
Gangataxie, vermehrter Speichelfluß, vermehrte
Exploration von Gegenständen mit dem Mund und
Handautomatismen. Viele Kinder entwickeln eine
Epilepsie mit charakteristischen EEG-Auffälligkeiten.
An äußeren Merkmalen finden sich oft eine
Mikrozephalie, eine Mittelgesichtshypoplasie mit
einer mandibulären Prognathie und eine breite
Mundspalte, bei Patienten mit Mikrodeletion (s.u.) oft
auch eine Hypopigmentierung. Viele Patienten verfügen über nur wenige Worte bei besserem
Sprachverständnis und können sich besser über
Gesten oder Gebärdensprache verständigen. Typisch
für das Angelman-Syndrom ist die ausgeglichene,
freundliche Persönlichkeit; manche Patienten zeigen
Lachepisoden, z.T. auch auf inadäquate Stimuli wie
Schmerzreize. Kongenitale Fehlbildungen sind beim
Angelman-Syndrom selten, dementsprechend scheint
die Lebenserwartung nicht wesentlich eingeschränkt
zu sein. Die Häufigkeit wird mit 1:10.000 bis 1:20.000
angegeben.
Die krankheitsverursachenden Gene liegen beim
Angelman-Syndrom und dem Prader-Willi-Syndrom
(PWS, s. dort) in einer Chromosomenregion (15q11.2q13), die dem sog. Genomic Imprinting unterliegt.
Diese elternspezifische Prägung bewirkt, dass sich
Gene im Grad der DNA-Methylierung, der
Chromatinstruktur und damit der Expression unterscheiden, je nachdem, von welchem Elternteil sie
stammen. Die Steuerung erfolgt über ein zweigeteiltes Imprintingzentrum in 15q11.2-q13. Aufgrund dieser Besonderheit können PWS und AS neben der
Mikrodeletion weitere Ursachen haben, die zum
Expressionsverlust der betreffenden Gene führen. Das
einzige bisher mit dem AS in ursächlichem
Zusammenhang stehende Gen ist das UBE3A-Gen, das
im Gehirn ausschließlich vom mütterlichen
Chromosom 15 exprimiert wird.
Ca. 70% der AS-Patienten haben eine Mikrodeletion
15q11.2-q13 auf dem von der Mutter vererbten
Chromosom 15. Ca. 1% haben eine paternale uniparentale Disomie 15 (UPD), d.h. beide Chromosomen
15 stammen vom Vater, keines von der Mutter, ca. 4%
haben eine Störung im Imprintingzentrum, ca. 5-10%
eine Mutation im UBE3A-Gen, bei ca. 20% der als AS
diagnostizierten Patienten bleibt mit den heutigen
Untersuchungsmethoden die Ursache ungeklärt.
Mikrodeletion und UPD haben ein geringes
Wiederholungsrisiko; Mutationen im Imprinting-
112
Zentrum und UBE3A-Mutationen können vererbt sein
mit einem Wiederholungsrisiko bis zu 50%.
Die zytogenetische (FISH-)Analyse erfasst nur die
Mikrodeletion, die methylierungssensitive PCR erfasst
Mikrodeletion, UPD und Imprinting-Mutation ohne
Spezifizierung.
Mikrodeletion 15q11.2-q13
Uniparentale Disomie
Imprinting-Zentrum-Mutationen
Mutationen im UBE3A-Gen
balancierte Strukturaberrationen
Andere
PWS
AS
70%
70%
<1%
ca. 4%
29%
1%
-
ca. 5-10%
-
ca. 20%
<1%
-
Ursachen des Prader-Willi- und Angelman-Syndroms
Indikation
V.a. und DD Angelman-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: V.a. Angelman-Syndrom
(ICD-10 Code: [Q93.5])
Auftrag
Stufe I: Methylierungsspezifische PCR
Stufe II: Mikrodeletionsdiagnostik
Stufe III: Mutationssuche im UBE3A-Gen
Stufe IV: MLPA des UBE3A-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
Stufe I bzw. III (Molekulargenetik): 1 ml EDTA-Blut
Stufe II (Zytogenetik): 2 ml Heparin-Blut
Stufe IV (Molekulargenetik): 2,7 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I (Molekulargenetik): aus einer EDTA-Blutprobe
wird genomische DNA isoliert und die Region 15q1113 durch methylierungssensitive PCR zur Unterscheidung des väterlichen bzw. mütterlichen Allels
untersucht. Bei fehlendem mütterlichen Allel wird
durch Mikrosatellitenanalyse unter Miteinbeziehung
elterlicher Blutproben unterschieden, ob eine Mikrodeletion oder eine väterliche UPD vorliegt. Wenn
weder eine Deletion noch eine UPD nachgewiesen
werden, kann ein Imprinting-Defekt oder eine UBE3AMutation vorliegen.
Stufe II (Molekular-Zytogenetik): aus Heparinblut
werden nach Kultivierung Chromosomen präpariert,
mit fluoreszenzmarkierten Sonden hybridisiert und
mikroskopisch ausgewertet (FISH-Analyse). Erfasst
wird nur die AS/PWS-spezifische Mikrodeletion.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Stufe III (Molekulargenetik): aus einer EDTABlutprobe wird genomische DNA isoliert und alle
Exons des UBE3A-Gens einschließlich der Intron/ExonSpleißstellen amplifiziert. Die Mutationssuche erfolgt
durch direkte DNA-Sequenzanalyse der Amplifikationsprodukte (in Etablierung).
Stufe IV (Molekulargenetik): Aus genomischer DNA
wird eine Analyse auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer
Stufe I (Molekulargenetik): 2-4 Wochen
Stufe II (Zytogenetik): 2-3 Wochen
Stufe III (Molekulargenetik): 4 Wochen
Stufe IV (Molekulargenetik): 2-3 Wochen
Literatur:
Van Buggenhout et al, EJHG 17:1367 (2009) / Dan, Epilepsia
50:2331 (2009) / Horsthemke et al, Am J Med Genet
146A:2041 (2008) / Rost, Monatsschr Kinderheilkd 148: 55
(2000)/ Zeschnigk et al., Eur.J. Hum Genet 5: 94 (1997) /
Williams et al. , Am J Med Genet 56: 237 (1995)
Aortendissektion, familiär thorakaler Typ 3
(AAT3) [I71.1] [I71.2]
OMIM-Nummer: 610380, 190182 (TGFBR2)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
2003 wurde der dritte Genort für familiäre TAAD
(TAAD2) auf Chromosom 3p24-25 lokalisiert. Die
Region überlappt mit dem bereits 1993 lokalisierten,
zweiten Genort für Marfan-Syndrom (MFS2). Eine
Mutationsanalyse des TGFBR2 (Transforming Growth
Factor Beta Receptor 2)-Gens im Jahr 2004 hat
gezeigt, dass der Genlocus TAAD2 allelisch zu TGFBR2
ist, er wird jetzt als AAT3 bezeichnet.
In einer von Pannu et al (2005) veröffentlichten Studie
wurde in vier von 80 untersuchten Familien (5%) mit
familiärer TAAD eine Mutation in TGFBR2 gefunden,
die jeweils zu einem Austausch der Aminosäure
Arginin in Position 460 des Proteins führte. An dieser
hochkonservierten Position scheint somit eine
Prädilektionsstelle für Mutationen bei familiärer
TAAD zu liegen. Die Mutationen liegen zwar auch in
der zytoplasmatischen Serin-Threonin-Kinase-Domäne
von TGFBR2, sie wurden aber bisher nicht in
Verbindung zu den Marfan-ähnlichen Syndromen und
zum Loeys-Dietz-Syndrom identifiziert. Insgesamt
wurden Mutationen im TGFBR2-Gen bisher bei 4% der
Patienten mit isolierter TAAD und positiver
Familienanamnese identifiziert.
Indikation
V.a. und DD isoliertes, familiäres thorakales
Aortenaneurysma mit Typ A-Dissektion (TAAD)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Aortendissektion, familiär thorakaler Typ 3
(AAT3) (ICD-10 Code: [I71.1] [I71.2])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche TGFBR2-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik TGFBR2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird zunächst Exon 5
des TGFBR2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert. Anschließend wird die Mutationssuche auf die
restlichen 6 Exons des TGFBR2-Gens ausgedehnt.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des TGFBR2-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 1-2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Inamoto et al, Cardiovasc Res 88:520 (2010) / Tran-Fadulu et
al, J Med Genet 46:607 (2009) / Mizuguchi et al, J Hum Genet
52:1 (2007) / Pannu et al, Ann NY Acad Sci 1085:242 (2006) /
Pannu et al, Circulation 112:513 (2005) / Hasham et al,
Circulation 107:3184 (2003)
Aortendissektion, familiär thorakaler Typ 4
(AAT4) [I71.1] [I71.2]
OMIM-Nummer: 132900, 160745 (MYH11)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
2005 wurde der Genort AAT4 für TAAD auf Chromosom 16p13.13-p13.12 lokalisiert. Durch Mutationsanalyse innerhalb der Kandidatengenregion konnten
2006 Mutationen im MYH11-Gen identifiziert werden.
MYH11 codiert für die schwere Kette von Myosin 11 in
der glatten Gefäßmuskulatur. MYH11-Mutationen
wurden in etwa 1% der Familien mit TAAD beschrieben. Bisher wiesen alle betroffenen Anlageträger
zusätzlich einen offenem Ductus arteriosus auf.
Mutationen im MYH11-Gen sind mit einer Verdickung
der Media der Arterien der Vasa vasorum assoziiert.
Deletionen und Missense Mutationen in der C-terminalen Domäne von MYH11 scheinen die Struktur und
die Zusammenlagerung der Myosin-Filamente, die
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
hauptsächlich für die Kontraktion verantwortlich sind,
zu beeinträchtigen.
Indikation
V.a. und DD isoliertes, familiäres thorakales
Aortenaneurysma mit Typ A-Dissektion (TAAD)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: familiär thorakaler Typ 4 (AAT4)
(ICD-10 Code: [I71.1] [I71.2])
Auftrag: Mutationssuche MYH11-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
V.a. und DD isoliertes, familiäres thorakales Aortenaneurysma mit Typ A-Dissektion (TAAD)
Dauer der Untersuchung
4 Wochen
Literatur
Caglayan and Dundar, Eur J Cardiothorac Surg 35:931 (2009) /
Pannu et al. Hum Mol Genet 16:2453 (2007)/ Zhu et al, Nat
Genet 38:343 (2006)
Aortendissektion, familiär thorakaler Typ 5
(AAT5) [I71.1] [I71.2]
OMIM-Nummer: 608967, 190181 (TGFBR1)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
AAT5 wurde zunächst als weiterer Genort für familiäre
TAAD auf Chromosom 9q33-q34 lokalisiert. Nach der
Identifizierung von Mutationen im TGFBR1 (Transforming Growth Factor Beta Receptor 1)-Gen als eine
Ursache für Loeys-Dietz-Syndrom wurden TGFBR1Mutationen auch bei 1% der Patienten mit isolierter
TAAD und positiver Familienanamnese identifiziert.
Indikation
V.a. und DD isoliertes, familiäres thorakales Aortenaneurysma mit Typ A-Dissektion (TAAD)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Aortendissektion, familiär thorakaler Typ 5
(AAT5) (ICD-10 Code: [I71.1] [I71.2])
114
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche TGFBR1-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik TGFBR1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 9 Exons des
TGFBR1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des TGFBR1-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Tran-Fadulu et al, J Med Genet 46:607 (2009) / Stheneur et al,
Hum Mutat 29:E284 (2008) / Mizuguchi et al, J Hum Genet
52:1 (2007) / Pannu et al, Ann NY Acad Sci 1085:242 (2006) /
Matyas et al, Hum Mutat 27:760 (2006) / Loeys et al, Nat
Genet 3:275 (2005) / Dietz et al, Am J Med Genet 139C:4
(2005)
Aortendissektion, familiär thorakaler Typ 6
(AAT6) [I71.1] [I71.2]
OMIM-Nummer: 611788, 102620 (ACTA2)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
2007 wurde der Genort AAT6 auf Chromosom 10q2224 anhand einer großen Familie mit TAAD lokalisiert
und Mutationen im ACTA2-Gen innerhalb der
Genregion identifiziert. Mutationen im ACTA2-Gen,
das für alpha-Actin der glatten Gefäßmuskulatur
codiert, konnten bisher in 10-14% der untersuchten
Patienten mit TAAD nachgewiesen werden, und stellen damit die häufigste genetische Ursache für TAAD
dar. Einige der untersuchten Patienten mit ACTA2Mutationen wiesen zusätzlich eine Livedo reticularis,
Flocculi am Pigmentsaum der Iris und einen offenen
Ductus arteriosus auf. Die Penetranz für die Entstehung von thorakalen Aneurysmen und Dissektionen
bei heterozygoten Anlageträgern in der Familie eines
Indexpatienten mit einer ACTA2-Mutation liegt bei
50%. Heterozygote ACTA2-Mutationen prädisponieren jedoch auch für verschiedene Gefäßerkrankungen
wie koronare Herzerkrankung, ischämischen Hirninfarkt und die zerebrovaskuläre MoyamoyaErkrankung.
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molek_parameter_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:57 Seite 115
Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Indikation
V.a. und DD isoliertes, familiäres thorakales
Aortenaneurysma mit Typ A-Dissektion (TAAD)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Aortendissektion, familiär thorakaler Typ 6
(AAT6) (ICD-10 Code: [I71.1] [I71.2])
Auftrag: Mutationssuche ACTA2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 8 codierenden
Exons des ACTA2-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
2 Wochen
Literatur
Hoffjan et al, Eur J Hum Genet 19:520 (2011) / Morisaki et al,
Hum Mutat 30, Hum Mutat 30: 1406 (2009) / Guo et al, Am J
Hum Genet 84 :1 (2009) / Guo et al, Nat Genet 39 :1488
(2007) / Pannu et al, Ann NY Acad Sci 1085:242 (2006)
Aortendissektion, familiär thorakaler Typ 7
(AAT7) [I71.1] [I71.2]
OMIM-Nummer: 613780, 600922 (MYLK)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das MYLK-Gen codiert für eine Kinase der leichten
Kette von Myosin II der glatten Gefäßmuskulatur.
MLCK kontrolliert die Gefäßkontraktion durch
Phosphorylierung der regulatorischen leichten Kette
von Myosin II. MYLK-Mutationen wurden bisher in
zwei Familien in einem Kollektiv von 193 Patienten als
weitere Ursache von familiären Aortendissektionen
identifiziert. Untersuchungen der Aorta ascendens bei
betroffenen Anlageträgern wiesen eine Degeneration
der Media mit Ausdünnung und Fragmentierung der
elastischen Fasern auf. Obwohl der Genort nicht über
Kopplungsanalysen lokalisiert wurde, wird TAAD verursacht durch MYLK-Mutationen auf Chromosom
3q21 auch als AAT7 bezeichnet.
Indikation
V.a. und DD isoliertes, familiäres thorakales
Aortenaneurysma mit Typ A-Dissektion (TAAD)
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Aortendissektion, familiär thorakaler Typ 7
(AAT7) (ICD-10 Code: [I71.1] [I71.2])
Auftrag: Mutationssuche MYLK-Gen
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 31 codierenden
Exons des MYLK-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3 Wochen
Literatur
Wang et al, Am J Hum Genet 87:701 (2010)
Apert-Syndrom [Q87.0]
OMIM-Nummer: 101200, 176943 (FGFR2)
Dr. med. Imma Rost, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Apert-Syndrom kommt mit einer Häufigkeit von
1 : 50.000 - 100.000 vor und hat einen Anteil von rund
5% an den Kraniosynostosen. Betroffen sind meist die
Koronar-, Sagittal- und/oder die Lambdanaht. Es
resultiert eine Turribrachyzephalie mit Mittelgesichtshypoplasie, Protrusio bulbi, Hypertelorismus und relativer mandibulärer Prognathie. Die große Fontanelle
ist meist sehr groß und schließt sich spät. Der Gaumen
kann schmal und hoch sein; es kommen auch
Gaumenspalten vor. Charakteristisch sind ausgeprägte Syndaktylien an Händen und Füßen, wobei meist
zumindest die Strahlen II bis IV komplett zusammengewachsen sind. Daumen und Großzehen sind zumeist
verbreitert und können eine Achsenabweichung zeigen. Assoziierte Fehlbildungen wie z.B. Fusionen von
Halswirbeln kommen vor. Die Intelligenz ist bei ca. der
Hälfte der Betroffenen unterdurchschnittlich.
Zu 98% tritt das Apert-Syndrom sporadisch, in nur 2%
autosomal-dominant vererbt auf. Bei sporadischem
Auftreten liegt das väterliche Alter über dem
Durchschnitt, die verursachenden Mutationen treten
immer auf dem väterlichen Allel auf (Väterlicher
Alterseffekt). 99% der Betroffenen tragen eine von
zwei Missense-Mutationen im FGFR2-Gen (S252W
oder P253R).
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Indikation
V.a. und DD Apert-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Apert-Syndrom (ICD-10 Code: [Q87.0])
Auftrag: Mutationssuche FGFR2-S252W/-P253RMutation
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden die betroffenen
Abschnitte des FGFR2-Gens sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3 Wochen
Literatur
Yoon et al, PLoS Genetics 5:e1000558 (2009) / MantillaCapacho et al, Genet Counsel 16:403 (2005) / Cohen and
Kreiborg, Am J Med Genet 57:82 (1995)
Apolipoprotein A-I-Defizienz [E78.6]
OMIM-Nummer: 107680 (APOA1)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Wissenschaftlicher Hintergrund
Apo A-I ist ein zentrales Apoprotein, welches am HDLMetabolismus beteiligt ist. Primärer Apo A-I-Mangel
ist ein seltener, autosomal-rezessiv vererbter Stoffwechseldefekt, der durch extrem niedrige Serumkonzentrationen von HDL-Cholesterin < 10 mg/dl und
Apo A-I (< 20 mg/dl) gekennzeichnet ist. Durch zahlreiche epidemiologische Studien konnte gezeigt werden,
dass erniedrigte HDL-C-Konzentrationen, insbesondere
in Verbindung mit erhöhtem LDL-Cholesterin (LDL/
HDL-Ratio >3,5), ein Risiko für koronare Herzerkrankung darstellen. Apo A-I-defiziente Individuen
haben in der Regel ein erhöhtes Koronarrisiko, welches durch einen gestörten Efflux von Cholesterin aus
peripheren Zellen erklärt wird. Die variable phänotypische Expression von planaren Xanthomen und
Hornhauttrübungen sind ebenfalls für Apo A-IDefizienz charakteristisch. Daneben wurden in einigen
extrem seltenen Fällen Mutationen im APOA1-Gen
(Apo A-I-Milano) beschrieben, die trotz moderat
erniedrigtem HDL-C und Apo A-I im Serum offenbar
kein erhöhtes Gefäßrisiko, sondern durch beschleunigten HDL-Metabolismus sogar eine höhere
Lebenserwartung bewirken.
116
Das APOA1-Gen liegt auf Chromosom 11q23 im sog.
Apoprotein-Gencluster, der auch die Apoproteine C-III
und A-IV umfasst. Die Transkription dieser Gene ist
zum Teil durch gemeinsame Steuerelemente reguliert, in seltenen Fällen wurden kombinierte Defekte
von Apo A-I, C-III und A-IV beschrieben. Neben Apo AI-Defizienz können auch Mutationen im LCAT- (LCATDefizienz, Fish Eye Disease) oder ABCA1-Gen (Tangier
Erkrankung) ursächlich für HDL-Mangel (Hypoalphalipoproteinämie) sein. Das Koronarrisiko ist bei LCATMangel und Tangier Erkrankung geringer einzustufen
als bei Apo A-I-Defizienz.
Indikation
V.a. Apo A-I-Mangel, DD Hypoalphalipoproteinämie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: APO A-I-Mangel (ICD-10 Code: [M78.6])
Auftrag: Mutationssuche APOA1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 4 Exons des
APOA1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3-4 Wochen
Literatur
Lee et al, J Clin Lipidol 7:169 (2013) / Schaefer et al, Curr Opin
Lipidol 21:289 (2010) / Wada et al, Atherosclerosis 207:157
(2009) / Santos et al, J Lipid Res 49:349 (2008) / Kiss et al,
Arterioscler Thromb Vasc Biol Feb 15 (2007) / Tall et al, in
Scriver et al (eds): The Metabolic and Molecular Bases of
Inherited Disease, 8th ed. Chapter 121 (2001) / Zannis et al, in
Harris and Hirschhorn (eds): Adv in Human Genetics, p 145
(1993) / Miller et al, Am Heart J 113:589 (1987) / Karathanasis
et al, Procl Natl Acad Sci USA 82:6374 (1985) / Eisenberg, J
Lipid Res 25:1017 (1984)
Apolipoprotein B-Defizienz (FLDB) [E78.6]
OMIM-Nummer: 144010, 107730 (APOB)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Wissenschaftlicher Hintergrund
Neben der familiären Hypercholesterinämie (FH), die
im Wesentlichen durch Mutationen im LDL-RezeptorGen hervorgerufen wird, gibt es eine weitere autosomal-dominant vererbte, familiäre Form der Hypercholesterinämie, die durch Mutationen im APOB-Gen
(Prävalenz ca. 1:700 - 1.000) verursacht wird. Das
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Genprodukt, Apolipoprotein B, ist Bestandteil der
LDL-Partikel und dient als Ligand bei der Rezeptor-vermittelten Aufnahme von LDL in die Zelle. Diese als
familiäre Apolipoprotein B-Defizienz (Familial Ligand
Defective Apo B, FLDB) bezeichnete Störung des LDLStoffwechsels ist mit einer geringergradigen
Hypercholesterinämie assoziiert als FH, die Patienten
haben aber dennoch ein deutlich erhöhtes
Koronarrisiko.
Die Prävalenz der beiden häufigsten Mutationen im
APOB-Gen, APOB-R3500Q und APOB-R3531C, wird
mit 1:450 und 1:3.000 in der Normalbevölkerung
angegeben und entspricht damit in etwa der
Häufigkeit von heterozygoten LDL-Rezeptor-Defekten.
Bereits bei Heterozygotie kommt es durch eine verminderte Affinität von ApoB zum LDL-Rezeptor zu
einer Erhöhung des Gesamtcholesterins um 70-95
mg/dl (APOB-R3500Q) bzw. 45-65 mg/dl (APOBR3531C) gegenüber Kontrollpersonen. Die APOBMutationen R3500Q und R3531C werden in ca. 7% der
Patienten mit einer familiär Hypercholesterinämie
nachgewiesen. Homozygotie für eine FLDB ist extrem
selten, der Phänotyp ähnelt dem einer heterozygoten
FH.
Indikation
DD Hypercholesterinämie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: FLDB (ICD-10-Code: [E78.6])
Auftrag:
Stufe I: APOB-R3500Q/-R3531C Genotypisierung
und/oder
Stufe II: Mutationssuche APOB-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden zwei Abschnitte
des APOB-Gens amplifiziert. Der Mutationsnachweis
erfolgt durch Sonden-Hybridisierung und Schmelzkurvenanalyse (Lightcycler-Assay) bzw. durch
Restriktionsanalyse.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 29 Exons
des APOB-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 1 Woche
Stufe II: weitere 4 Wochen
Literatur
Burnett et al, Eur J Hum Genet 20 (2012) / Futema et al, J Med
Genet 49:644 (2012) / Ng et al, Curr Opin Lipidol. 21:141
(2010) / Leo et al, Clin Genet 74:267 (2008) / Ejarque et al,
Transl Res 151:162 (2008) / Tosi et al, Arteriosclerosis 194:102
(2007) / Parhofer et Barret, J Lipid Res 47:1620 (2006) /
MerinoIbarra et al, Hum Biol 77:663 (2005) Fouchier et al,
Semin Vasc Med 4:259 (2004) / Castillo et al, Atherosclerosis
165:127 (2002) Kane et Havel in Scriver et al (eds): The
Metabolic and Molecular Bases of Inherited Disease, 8th ed,
Chapter 115 (2001) / Hansen et al, Ateriosclerosis Thromb
Vasc Biol 17:741 (1997) / Soria et al, Procl Natl Acad Sci USA
86:587 (1989)
Apolipoprotein C-II-Defizienz (Typ IHyperlipidämie) [78.6]
OMIM-Nummer: 207750, 608083 (APOC2), 238600,
609708 (LPL), 606368 (APOA5)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Wissenschaftlicher Hintergrund
Durch seine zentrale Bedeutung bei der Aktivierung
der Lipoproteinlipase (Lpl) spielt Apolipoprotein C-II
(Apo C-II) eine wichtige Rolle beim Stoffwechsel von
triglycerid-reichen Lipoproteinen, insbesondere von
Chylomikronen. Primärer Apo C-II-Mangel ist ein seltener, autosomal-rezessiv vererbter Stoffwechseldefekt, der durch extrem erhöhte Serumkonzentrationen von Triglyceriden (bis 30.000 mg/dl) und
Chylomikronen (milchig-rahmiges Serum) gekennzeichnet ist (Hyperlipidämie Typ I nach Fredrickson).
Neben der hereditären Form ist auch eine erworbene,
reversible Form des Apo C-II-Mangels beschrieben,
die z.B. durch Chemotherapie verursacht werden
kann. Die Diagnose wird meist im Zusammenhang mit
rezidivierenden Pankreatitiden gestellt (DD: hereditäre
Pankreatitis), eruptive Xanthome und Hepatomegalie
sind häufige phänotypische Merkmale, die jedoch nur
bei der angeborenen Form auftreten. Apo C-IIDefizienz ist nicht mit einem erhöhten Koronarrisiko
assoziiert. Die Behandlung besteht aus fettarmer Diät,
Alkoholkarenz und ggf. der Gabe von Fibraten. Fibrate
induzieren über Aktivierung des Transkriptionsfaktors
PPARα die Expression von Lpl, wodurch die
Triglyceridkonzentration im Serum weiter gesenkt
werden kann. Eine Fibrat-Therapie ist daher nur bei
intaktem LPL-Gen sinnvoll. Da LPL-Defizienz ebenfalls
mit Typ I-Hyperlipidämie assoziiert ist, kann die
Analyse des LPL-Gens im Zusammenhang mit der
Therapieplanung sinnvoll sein.
Die Erkrankung ist auf homozygote oder gemischt
heterozygote Mutationen im APOC2-Gen zurückzuführen, die sekundär zu einem funktionellen LplMangel führen. Das APOC2-Gen liegt auf Chromosom
19 und ist im APOE/APOC1/APOC2-Gencluster lokalisiert. Vor kurzem konnten in einigen Familien mit Typ
I-Hyperlipidämie, bei denen weder eine Mutation im
APOC2- noch im LPL-Gen nachgewiesen werden konnte, Mutationen im APOA5-Gen identifiziert werden.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Apolipoprotein A-V scheint ebenfalls eine wichtige
Rolle bei der Regulation des Triglyzeridmetabolismus
zu spielen, da es bereits bei Heterozygotie zu einer
Disposition für hypertriglyzeridämische Zuständen
kommt. Das APOA5-Gen liegt in der Nachbarschaft
des APOA1/APOC3/APOA4-Genclusters, dessen
Genprodukte an der Homöostase des Triglyceridmetabolismus beteiligt sind.
Indikation
DD Hypertriglyceridämie/HyperchylomikronämieSyndrom (Hyperlipidämie Typ I), Therapieindikation
für Fibrate
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Typ I-Hyperlipidämie (ICD-10 Code: [M78.6])
Auftrag: Mutationssuche APOC2-, ggf. LPL- und
APOA5-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 4 Exons des
APOC2-Gens (ggf. alle 10 Exons des LPL-Gens bzw. alle
3 Exons des APOA5-Gens) einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
pro Gen 2-3 Wochen
Literatur
Chen et al, Biochem Biophys Res Commun 354:62 (2007) /
Calandra et al, Curr Opin Lipidol 17:122 (2006) / Lookene et al,
J Biol Chem 280:25383 (2005) / Beckstead et al, Biochemistry
42:9416 (2003) / SantamarinaFojo et al, Curr Opin Lipidol
31:86 (1992) / Jackson et al, Proc Natl Acad Sci USA 81:2945
(1984) / Breckenridge et al, N Engl J Med 298:1265 (1978)
Arrhythmogene rechtsventrikuläre Dysplasie
(ARVD) [I42.80]
OMIM-Nummer: 607450, 125647 (DSP), 609040,
602861 (PKP2), 610193, 125671 (DSG2)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die arrhythmogene rechtsventrikuläre Dysplasie
(ARVD) ist eine meist autosomal-dominant vererbte
Erkrankung des Herzmuskels, bei der das Myokard
progredient durch Fett- und Bindegewebe ersetzt
wird. Durch den bindegewebigen Umbau, von dem
vorwiegend der rechte Ventrikel betroffen ist kommt
118
es zunächst zu einer Störung der Reizleitung mit ventrikulären Arrhythmien, Palpitationen oder Synkopen.
Im EKG zeigen sich typischerweise Epsilon-Wellen
und bei rechts-präkordialer Ableitung eine invertierte
T-Welle mit verbreitertem QRS-Komplex. In der Regel
werden die Arrhythmien, die zum plötzlichen Herztod
führen können, durch körperliche Anstrengungen ausgelöst. Ungefähr 1/3 der Indexpatienten sterben
plötzlich im Alter von 14-20 Jahren. Dieses Alter
scheint eine vulnerable Periode für fatale
Arrhythmien zu sein. Die Hälfte der Anlageträger entwickelt jedoch erst im Alter von über 50 Jahren eine
klinische Symptomatik und ungefähr 1/3 erkranken
auch bis ins hohe Alter nicht. Die Häufigkeit der ARVD
wird auf 1:5.000 geschätzt, etwa die Hälfte der Fälle
zeigen eine familiäre Häufung. Inzwischen sind über
zehn verschiedene Formen der ARVD beschrieben.
Die häufigsten Formen werden durch Mutationen in
Genen verursacht, die für Bestandteile der
Desmosomen (Zell-Zell-Verbindungen) codieren. Mit
der molekulargenetischen Analyse der Gene für
Desmoplakin (DSP), Plakophilin-2 (PKP2) und
Desmoglein-2 (DSG2) sind in ca. 50-60% der Patienten
Mutationen nachweisbar. Anlageträger von PKP2Mutationen erkranken in der Regel früher.
Indikation
Diagnostik kann sinnvoll sein bei Patienten mit mindestens einem ARVC-Haupt- und zwei Nebenkriterien
(task force 2010)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: ARVD (ICD-10 Code: [I42.80])
Auftrag: Mutationssuche PKP2-, DSP- und DSG2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden zunächst alle 13 Exons
des PKP2-Gens sequenziert. Falls keine sicher ursächliche Mutation nachweisbar ist, folgt die Untersuchung des DSP-Gens (24 Exons) und anschließend
des DSG2-Gens (15 bzw. 52 Exons, Stufendiagnostik).
Falls gewünscht, kann ergänzend eine Deletionsdiagnostik mittels MLPA durchgeführt werden.
Dauer der Untersuchung
6-8 Wochen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Literatur
Campuzano et al, J Med Genet 50:280 (2013) / Kapplinger et
al, J Am Coll Cardiol 57:2317 (2011) / Quarta et al, Circulation
123:2701 (2011) / Ackerman et al, Europace 13:1077 (2011) /
Fressart et al, Europace 12:861 (2010) / Awad et al, Nature
Clin Practice 5:258 (2008) / Syrris et al, Eur Heart J 28:581
(2007) / van Tintelen, Circulation 113:1650 (2006) / Pilichou
et al, Circulation 113:1171 (2006)
Ataxie, Friedreich'sche (FRDA1) [G11.1]
OMIM-Nummer: 229300, 606829 (FXN)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Friedreich’sche Ataxie ist die häufigste autosomalrezessiv vererbte Ataxie mit einer Prävalenz von ca.
1:50.000. Erste Symptome treten meist vor dem 20.
Lebensjahr auf. Zu den Leitsymptomen zählen progrediente Gangataxie, Dysarthrie, Nystagmus, Hohlfuß
(Friedreich-Fuß), vorwiegend sensorische Neuropathie
mit Auffälligkeiten in der Elektrophysiologie, fehlende
Muskeleigenreflexe, Pyramidenbahnzeichen. Im
Verlauf wird oft eine anfangs hypertrophe, später
auch dilatative Kardiomyopathie beobachtet. Nicht
selten ist der Visus durch eine Opticusatrophie beeinträchtigt, während Hörstörungen bei weniger als 10%
beobachtet werden. Die kognitiven Fähigkeiten sind
meist nicht beeinträchtigt, bei ca. 30% der
Betroffenen entwickelt sich ein Diabetes mellitus.
Neuropathologisch zeigt sich v.a. eine Degeneration
der dorsalen Bahnen, des Tractus spinocerebellaris
und der sensorischen Neuronen der Hinterwurzelzellen. Der Tod tritt meist im 4. Lebensjahrzehnt ein,
oft infolge der Kardiomyopathie oder infolge der
beeinträchtigten Hirnstammfunktionen.
Die Erkrankung wird durch eine GAA-Triplett-RepeatExpansion im Intron 1 des FXN-Gens verursacht.
Normalpersonen tragen ca. 7-33 GAA-Repeats. Bei
gesunden Prämutationsträgern können 34-65 nicht
unterbrochene GAA-Tripletts nachgewiesen werden,
welche sich bei der Weitergabe an die nächste
Generation verlängern können. Erkrankte weisen 66
bis ca. 1.700 Repeats auf. In über 95%-98% der Fälle
wird die Erkrankung durch zwei Allele mit der GAATriplett-Repeat-Expansion verursacht, während bei
ca. 2-3% die Expansion auf einem und eine Punktmutation, seltener eine Deletion auf dem anderen
FXN-Allel ursächlich ist. Die GAA-Expansion scheint die
Expression von Frataxin zu reduzieren, einem Protein,
welches an der mitochondrialen Eisenhomöostase
beteiligt ist.
Indikation
V.a. Friedreich’sche Ataxie, DD Ataxie, Analyse des
Übertägerstatus
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: FRDA (ICD-10 Code: [G11.1])
Auftrag: Bestimmung Triplett-Repeat-Anzahl FXN-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2-5 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird der GAA-Triplett-enthaltende Abschnitt des FXN-Gens mittels PCR amplifiziert. Die Längenbestimmung des PCR-Produktes und
die daraus resultierende Anzahl der GAA-NukleotidRepeats erfolgt mittels
Stufe I: Fragmentlängenanalyse und TP-(triplett-primed)
PCR;
Stufe II: Gelelektrophorese.
Dauer der Untersuchung
2 Wochen
Literatur
Schulz et al, Nat Rev Neurol 5:222 (2009) / Pandolfo et al, J
Neurol 256:Suppl 1 (2009) / Wilson, Semin Pediatr Neurol
13:166 (2006) / Delatycki et al, J Med Genet 37:1 (2000) /
Montermini et al, Hum Mol Genet 6:1261 (1997) / Dürr et al,
New Eng J Med 335:1169 (1996) / Campuzano et al, Science
271:1423 (1996)
Ataxien, spinocerebelläre
autosomal-dominante (SCA) [G11.9]
OMIM: 164400 (SCA1), 601556 (ATXN1), 183090 (SCA2),
601517 (ATXN2), 109150 (MJD), 607047 (ATXN3), 183086
(SCA6), 601011 (CACNA1A), 164500 (SCA7), 607640
(ATXN7), 607136 (SCA17), 600075 (TBP)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei den autosomal-dominant vererbten spinocerebellären Ataxien handelt es sich um eine klinisch und
genetisch heterogene Gruppe von Erkrankungen, die
mittlerweile ca. 31 Unterformen einschließt. Die
Prävalenz wird auf wenigstens 3:100.000 geschätzt.
Die genetische Ursache ist noch nicht bei allen
Formen aufgeklärt. Allen gemeinsam ist das klinische
Leitsymptom der progredienten Ataxie. Neben der
Gangunsicherheit können Störungen von Okulomotorik und Sprache, Rumpf- und Extremitätenataxie
und Intentionstremor sowie zusätzliche neurologische
Symptome auftreten. Klinisch werden 3 Formen
unterschieden: Typ 1 mit Augensymptomatik und verschiedenen weiteren neurologischen Symptomen
(SCA1-4, 8, 12, 13, 17), Typ 2 mit einer pigmentösen
Makuladegeneration (SCA7), Typ 3 als reine cerebelläre Ataxie (SCA5, 6, 10, 11, 14).
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Die Krankheit beginnt meist zwischen dem 30. und 50.
Lebensjahr, aber sie kann auch in der Kindheit oder
nach der 6. Dekade einsetzen. Die Unterformen SCA1,
2, 3, 6 und 7 werden durch pathologische CAGTriplett-Repeat-Expansionen innerhalb verschiedener Gene verursacht. Wie bei anderen TriplettRepeat-Erkrankungen wird auch bei den SCAs innerhalb der Familien eine Antizipation, d.h. eine
Vorverlagerung des Erkrankungsalters und ein schwererer Verlauf in aufeinanderfolgenden Generationen,
beobachtet. SCA17, hier findet sich die CAG-RepeatExpansion innerhalb einer komplexen CAG/CAARepeat-Region, ist phänotypisch variabler und komplexer. Aufgrund des breiten klinischen Spektrums
kann SCA17 andere neurodegenerative Erkrankungen
wie Chorea Huntington, Morbus Parkinson und
andere Bewegungsstörungen und zerebelläre
Erkrankungen vortäuschen, es sind auch Patienten mit
ausschließlich psychiatrischen Symptomen (Demenz,
bipolare Psychose, Paranoia u.a.) ohne Ataxie oder
Bewegungsstörungen beschrieben. Aufgrund der
Ähnlichkeit der klinischen Erscheinungen zur Chorea
Huntington hat man u.a. für SCA17 die Bezeichnung
„Huntington‘s Disease-like 4 Syndrome (HDL4)“ eingeführt. Eine Zuordnung bei nicht eindeutiger klinischer Symptomatik kann durch die molekulargenetische Diagnostik versucht werden.
Indikation
V.a. und DD spinocerebelläre Ataxie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: SCA (ICD-10 Code: [G11.9])
Auftrag: Bestimmung Triplett-Repeat-Anzahl ATXN (1
und/oder 2,3,7)-, CACNA1A-, TBP-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2-5 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird der entsprechende CAGTriplett-Abschnitt der zu untersuchenden Gene
mittels PCR amplifiziert. Die Längenbestimmung der
PCR-Produkte und die daraus resultierende Anzahl der
CAG-Repeats erfolgt mittels Kapillarelektrophorese.
Dauer der Untersuchung
2-3 Wochen
Literatur
Reetz et al, PLoS ONE 6:e15125 (2011) / Gao et al, Eur J Hum
Genet 16:215 (2008) / Manto et Marmolino, Curr Opin Neurol
120
22:419 (2009), Ranum et Cooper, Annu Rev Neurosci 29:259
(2006) / Riess et al, Dt Ärzteblatt 23:1319 (2001) David et al,
Nature Genet 17:65 (1997) / Zhuchenko et al, Nature Genet
15:62 (1997) Imbert et al, Nature Genet 14:285 (1996) /
Kawaguchi et al, Nature Genet 8:221 (1994)
Autoimmun-Polyendokrinopathie-CandidiasisEktodermaldystrophie-Syndrom Typ I (APECED) [84.8]
OMIM-Nummer: 240300, 607358 (AIRE)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
APECED-Syndrom ist die derzeit einzige bekannte
monogen vererbte Autoimmunerkrankung. Die
Vererbung erfolgt autosomal-rezessiv, als krankheitsverursachend konnte das AIRE-Gen (AutoimmunRegulator-Gen) identifiziert werden. Die Erkrankung
beginnt bereits im Kindesalter und ist durch mindestens 2 der folgenden Leitsymptome gekennzeichnet:
- M. Addison
- Hypoparathyreoidismus
- chronische Candidiasis von Haut und
Schleimhäuten ohne generalisierten Befall
Fakultativ entwickeln sich weitere, durch Autoimmunvorgänge bedingte endokrine Erkrankungen
wie z.B. Diabetes mellitus Typ 1, Thyreoiditis und
hypergonadotroper Hypogonadismus. Die autoimmunologischen Veränderungen können auch andere
Organe betreffen, wodurch es z.B. zur Dystrophie
ektodermaler Strukturen (Zahnschmelz- und Nageldystrophie, Alopezie, Vitiligo, Keratitis), perniziöser
Anämie bei chronisch atrophischer Gastritis oder
chronisch aktiver Hepatitis kommt. Candidiasis ist
jedoch meist das erste Symptom. Bei fast allen
Patienten mit 2 der 3 Leitsymptomen sind Mutationen
im AIRE-Gen nachweisbar.
APECED ist häufiger in bestimmten Populationen, wie
z.B. bei Finnen (1:25.000), bei Sarden (1:14.000) und
irakischen Juden (1:9.000). Das AIRE-Gen umfasst 14
Exons und wird v.a. in Geweben exprimiert, die für die
Reifung des Immunsystems wichtig sind, wie z.B.
Thymus, Lymphknoten und fetale Leber. Bestimmte
Mutationen treten gehäuft in bestimmten
Populationen auf. So sind fast 90% der finnischen
Betroffenen Träger der Mutation R257X.
Indikation
V.a. APECED, chron. Candidose kombiniert mit M.
Addison und/oder Hypoparathyreoidismus
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: APECED (ICD-10 Code: [D84.8])
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Auftrag:
Stufe I: häufigste Mutationen AIRE-Gen
(Angabe ethnischer Herkunft!)
Stufe II: Mutationssuche AIRE-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden Exon 6 und 8
des AIRE-Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die restlichen
12 Exons des AIRE-Gens sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2-3 Wochen
Stufe II: 3-4 Wochen
Azoospermie, so dass eine testikuläre Spermienextraktion (TESE) bei Kinderwunsch nicht erfolgsversprechend zu sein scheint. Im Gegensatz dazu führen
AZFc-Deletionen zu einem sehr heterogenen Bild, welches von schwerer Oligozoospermie bis hin zu einer
Azoospermie reicht. Bei etwa 50% der Männer mit
AZFc-Deletionen können im Rahmen einer Hodenbiopsie mit TESE (Testikuläre Spermien-Extraktion)
Spermien gefunden werden. Deletionen in der AZFcRegion werden nach einer künstlichen Befruchtung
mittels ICSI (intracytoplasmatische Spermieninjektion)
an männliche Nachkommen weitergegeben.
Indikation
Infertile Männer mit nicht-obstruktiver, idiopathischer
Azoospermie,
schwerer
Oligozoospermie,
Kryptospermie, Sertoli Cell Only-Syndrom, OAT
(Oligoasthenoteratozoospermie-Syndrom)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Literatur
Eisenbarth et al, N Eng J Med 350:2068 (2004) / Cihakova et
al, Hum Mutat 18:225 (2001) Ahonen et al, N Eng J Med
322:1829 (1990)
Azoospermie [N46]
OMIM-Nummer: 415000
Dr. rer. nat. Karin Mayer, Dipl.-Biol. Christine Schack,
Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Etwa 0.6-1% aller infertilen Männer weisen Mikrodeletionen in der Azoospermiefaktor- (AZF) Region
des Y-Chromosoms auf. Die Prävalenz von AZFMikrodeletionen beträgt bei nicht-obstruktiver
Azoospermie 15-20%, bei schwerer Oligozoospermie
etwa 7-10%. In der AZF-Region liegen die für die
Spermatogenese unentbehrlichen Gene DAZ und
RBM. Deletionen in diesem Bereich führen zu testikulärem Maturationsarrest der Spermatogonien oder
sind mit der Bildung von unreifen, kondensierten
Spermien assoziiert.
Durch die Amplifikation von insgesamt sechs Y-chromosomalen Markern aus den Regionen AZFa, AZFb
und AZFc können etwa 90% der bekannten
Deletionen nachgewiesen werden. Deletionen der
AFZa- bzw. AZFb-Region führen obligat zu einer
Pseudoautosomale
Region
SRY
ZFY
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: AZF-Mikrodeletion (ICD-10 Code: [N46])
Auftrag: Mikrodeletionsanalyse
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden 6 nicht-polymorphe
STS-Marker aus den Regionen AZFa, AZFb und AZFc
des Y-Chromosoms mittels Multiplex-PCR amplifiziert.
Der Nachweis einer Deletion erfolgt durch
Agarosegelelektrophorese.
Dauer der Untersuchung
2 Wochen
Literatur
McLachlan and O’Bryan, J Clin Endocrinol Metab 95_1013
(2010) / Tüttelmann et al, Urologe 47:1561 (2008) / SadeghiNejad et al, Urol J 4:192 (2007) / Krausz et al, Front Biosci
11:3049 (2006) / Ferlin et al, J Med Genet 42:209 (2005) /
Simoni et al, EAA/EMQN best practise guidelines, Int J Androl
27:240 (2004) / Foresta et al, Hum Mol Genet 9:1161 (2000) /
Pryor et al, N Engl J Med 336:534 (1997)
Pseudoautosomale
Region
Zentromer
Euchromatin
Yp
Region
STS Marker
AZFa
sY84
sY86
AZFb
sY127
sY134
Heterochromatin
Yq
AZFc
sY254
sY255
Y-Chromosom mit den für die AZF-Deletionsdiagnostik relevanten Abschnitten
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Beta-Thalassämie [D56.1]
OMIM-Nummer: 613985, 141900 (HBB)
Dipl.-Biol. Birgit Busse, Dipl.-Biol. Wolfgang Rupprecht
Wissenschaftlicher Hintergrund
Beta-Thalassämie ist eine heterogene Gruppe von
autosomal-rezessiv vererbten Erkrankungen, die auf
der verminderten Synthese eines strukturell normalen
β-Globins beruhen. Variante Formen treten im
Zusammenhang mit kombinierter Heterozygotie mit
anderen Hämoglobinvarianten wie z.B. dem SichelzellHämoglobin oder dem Hb Lepore auf. Die homozygote Form wird auch als Thalassaemia major
bezeichnet, die heterozygote als Thalassaemia minor.
Die Minor-Form zeigt meist nur eine leichte, hypochrome mikrozytäre Anämie, wesentliche klinische
Symptome werden in der Regel nicht beobachtet. Bei
der
Intermediärform
der
Beta-Thalassämie
(Thalassaemia intermedia) liegt der Schweregrad zwischen der Thalassaemia minor und major. Symptome
der Thalassaemia major, die auch als Cooley-Anämie
bezeichnet wird, treten meist bereits in den ersten
Lebensmonaten auf, sobald das HbF durch HbA0
ersetzt wird. Klinisch fallen die Kinder durch eine
Gedeihstörung, Hepatosplenomegalie und Ikterus auf,
es besteht eine mikrozytäre hypochrome Anämie mit
auffälliger Erythrozytenmorphologie. Bei unbehandelten Patienten führt die gesteigerte, aber ineffektive
Erythropoese durch Verbreiterung der Markräume zu
charakteristischen Skelettveränderungen v.a. im
Bereich der Schädelknochen. Durch die gesteigerte
Erythropoese kommt es zu einem Ungleichgewicht in
der Synthese der Globinketten und somit zu einem
Überschuss an freien α-Globinketten, die aufgrund
ihrer Instabilität rasch denaturieren. Dies wiederum
führt bereits im Knochenmark zur vorzeitigen
Hämolyse der Erythrozyten bzw. ihrer Vorstufen. Die
symptomatische Therapie der Major-Form erfolgt
durch regelmäßige Bluttransfusion. Zur Vermeidung
einer Eisenüberladung mit der Gefahr der
Hämosiderose ist zusätzlich eine Therapie mit
Eisenresorptionsinhibitoren indiziert. Die einzige kausale Behandlungsmöglichkeit ist derzeit die Knochenmarktransplantation.
Das Hämoglobinmolekül besteht aus 4 Globinketten,
wobei jeweils zwei gleiche Ketten als Tetramer vorliegen (HbA0:α2β2, HbA2: α2δ2, HbF: α2γ2). Die
Diagnose kann in den meisten Fällen durch eine
Hämoglobin-Elektrophorese gestellt werden (Erhöhung
des HbA2, evtl. auch des HbF). Die Bestätigung erfolgt
durch den molekulargenetischen Nachweis von einer
bzw. zwei Mutationen im β-Globin-Gen (HBB).
Schätzungen gehen davon aus, dass ca. 3% der
Weltbevölkerung Anlageträger für Beta-Thalassämie
sind, jedoch ist die Häufigkeit in den verschiedenen
ethnischen Gruppen sehr unterschiedlich. Eine
besonders hohe Prävalenz findet sich in den
Mittelmeerländern, in Teilen Asiens, im Nahen Osten
122
und in Westafrika.
Kristallstruktur des Hämoglobins nach Tame und Vallone
(2000). Datensatz 1A3N der Protein Data Bank
(www.pdb.org).
Indikation
V.a. und DD β-Thalassämie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: β-Thalassämie (ICD-10 Code: [D56.1])
Auftrag:
Stufe I: Blutbild, Hb-Differenzierung
und/oder
Stufe II: Mutationssuche HBB-Gen
und/oder
Stufe III: MLPA-Analyse β-Globin-Genkomplex
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
Stufe I (Hämatologie): 5 ml EDTA-Blut
Stufe II + III (Molekulargenetik): 1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I (Hämatologie): Blutbild, Hb-Elektrophorese F
Stufe II (Molekuargenetik): Aus genomischer DNA
werden alle 3 Exons des HBB-Gens inklusive Introns
sowie benachbarte Regionen der 5'- und 3'-UTR
sequenziert.
Stufe III (Molekulargenetik): Aus genomischer DNA
wird eine quantitative Analyse des ß-GlobinGenkomplexes auf das Vorhandensein von Deletionen
mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I (Hämatologie): 1 Woche
Stufe II + III (Molekulargenetik): jeweils 2-3 Wochen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Literatur
Kohne et Kleihauer, Dtsch Arztebl Int 107:65 (2010) /
Panigrahi et Agarwa, Hematology 13:247 (2008) / Schrier et
Angelucci, Annu Rev Med 56:157 (2005) / Thein, Annu Rev
Med 56:157 (2005) / Kohne, J Lab Med 28:400 (2004) / Lentze
et al (eds) Pädiatrie, 2. Auflage, SpringerVerlag (2003) / Tame
et al, Acta Crystallogr D Biol Crystallogr 56:805 (2000) /
Olivieri, N Engl J Med 341:99 (1999) / Kleihauer et al, Anomale
Hämoglobine und Thalassämiesyndrome, ecomed Verlag
(1996) / Higgs, Baillieres Clin Haematol 6:151 (1993)
Brugada-Syndrom [I45.8]
OMIM-Nummer: 601144, 600163 (SCN5A), 611777,
611778 (GPD1L), 611875, 114205 (CACNA1C),
611876, 600003 (CACNB2), 612838, 600235 (SCN1B),
613119, 604433 (KCNE3), 613120, 608214 (SCN3B)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Brugada-Syndrom (BrS) ist eine der häufigsten
Ursachen des plötzlichen Herztods und für ca. 20-30%
der Fälle mit strukturell unauffälligem Herzen verantwortlich. Es handelt sich um eine autosomal-dominant vererbte Erkrankung mit unvollständiger
Penetranz. Die Häufigkeit beträgt weltweit durchschnittlich 1:2.000, wobei 90% der Betroffenen männlichen Geschlechts sind. Die Erstmanifestation kann in
früher Kindheit erfolgen, typisch jedoch im Alter von
30-40 Jahren. Charakteristisch für das BrS ist die im
EKG persistierende ST-Segment-Hebung in der rechtspräkordialen Ableitung, die in manchen Fällen nur
mittels Antiarrhythmika wie Ajmalin oder Flecainid
demaskiert werden kann. Beim BrS besteht eine
Neigung zu schnellen polymorphen ventrikulären
Tachykardien und Kammerflimmern. Die Symptome
treten oft nachts auf und führen häufig zum plötzlichen Herztod. Das Risiko für einen plötzlichen
Herztod beträgt in Abhängigkeit von der klinischen
Symptomatik 2-15%/Jahr. Die einzig sichere Therapie
ist die prophylaktische Implantation eines
Defibrillators.
Das BrS Typ 1 (genetisch) ist auf Mutationen im
SCN5A-Gen zurückzuführen, das für die α-Untereinheit
des Nav1.5-Natrium-Ionenkanals codiert. In bis zu
25% der Patienten mit BrS können ursächliche
Mutationen im SCN5A-Gen (BrS1) nachgewiesen werden. Es sind bereits über 300 ursächliche Mutationen
beschrieben, die in der Regel zum funktionellen
Verlust eines SCN5A-Allels führen.
In ungefähr 5% der Fälle mit BrS Typ I-EKG liegen
andere Formen des BrS vor (BrS1-BrS12). Einige
Patienten tragen Mutationen in den CalciumIonenkanal-Genen CACNA1C (alpha-1C-Untereinheit,
Ca-Kanal, Cav1.2, BrS3) und CACNB2 (ß2-Untereinheit,
BrS4). Diese Mutationen führen neben der STSegment-Hebung zu relativ kurzen QTc von 330-370
ms. Darüber hinaus ist SCN1B, das für die ßUntereinheit des Nav1.5-Natriumionenkanals codiert,
in ca. 1% der Fälle mutiert (BrS5). Weitere relativ kleine Gene GPD1L (Glycerol-3-Phosphat-Dehydrogenase,
BrS2), KCNE3 (MiRP2, ß-Untereinheit, Kalium-Kanal,
BrS6) und SCN3B (ß3-Untereinheit, Nav1.5-Na-Kanal,
BrS7) sind noch seltener betroffen. Diese können
jedoch mit geringem Aufwand analysiert werden. Von
sehr geringer Bedeutung sind die Formen BrS8-17.
Auch die Kombination von Polymorphismen ist mit
einem bis zu 20-fach erhöhten Risiko für BrS assoziiert.
Indikation
Alle Patienten mit Brugada Typ 1-EKG - nicht jedoch mit
Typ 2- oder Typ 3-EKG
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: BrS (ICD-10 Code: [I45.8])
Auftrag:
Stufe I (BrS1): Mutationsuche SCN5A-Gen
Stufe II (BrS2-7): Mutationssuche GPD1L-, CACNA1C-,
CACNB2-, SCN1B-, KCNE3- und SCN3B-Gen
Stufe III (BrS1): MLPA-Analyse SCN5A-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 27 Exons
des SCN5A-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden bis zu 80 Exons
der Gene GPD1L, CACNA1C, CACNB2, SCN1B, KCNE3
und SCN3B einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des SCN5A-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
4-12 Wochen
Literatur
Bezzina et al, Nat Genet online July (2013) / Nielsen et al,
Front Physiol online Juli (2013) / Crotti et al, J Am Coll Cardiol
60:1410 (2013) / Kaufmann et al, J Am Coll Cardiol 60:1419
(2012) / Ackerman et al, 13:1077 (2011) / Kapplinger et al,
Heart Rhythm 7:33 (2010) / Hedley et al, Hum Mutat 30:1256
(2009) / Antzelevitch et al, Curr Cardiol Rep 10:376 (2008) /
Antzelevitch et al, Circulation 115:442 (2007) / Antzelevitch et
al, Heart Rhythm 2:429 (2005) / Priori et al, Circulation
105:1342 (2002) / Brugada et al, Am Coll Cardiol 20:1391
(1992)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Brustkrebs, familiär [C50.9]
OMIM-Nummer: 114480, 113705 (BRCA1), 600185
(BRCA2)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl.-Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Etwa 5-10% aller Mamma- und Ovarialkarzinome sind
erblich bedingt und folgen einem autosomal-dominanten Erbgang. Charakteristisch für die erbliche
Form dieser Erkrankung sind ein frühes Erkrankungsalter (vor dem 50. Lebensjahr) und das familiär
gehäufte Auftreten. Die Gene BRCA1 und BRCA2 sind
dabei für etwa die Hälfte der erblich bedingten Brustund Eierstockkrebserkrankungen verantwortlich. Die
Genprodukte von BRCA1 und BRCA2 sind an der DNAReparatur von Doppelstrangbrüchen beteiligt. Für
Trägerinnen einer BRCA-Keimbahnmutation ist das
lebenslange Erkrankungsrisiko erhöht, wobei ein
Tumor erst entsteht, wenn das zweite intakte Allel
ebenfalls eine Mutation erfährt (Loss of Heterozygosity, LOH). Das Erkrankungsrisiko liegt für
Brustkrebs zwischen 50 und 80%, für ein kontralaterales Mammakarzinom bei 60% und für Eierstockkrebs
zwischen 10 und 40%. Männliche Anlageträger von
BRCA-Mutationen haben ebenfalls ein erhöhtes
Tumorrisiko, insbesondere für Brust-, Prostata-,
Pankreas-, Magen- und kolorektale Karzinome. Bei
männlichen Patienten werden allerdings häufiger
Mutationen im BRCA2-Gen gefunden.
Eine Frau, die in einem höheren Alter an einem
Mammakarzinom erkrankt und keine weiteren betroffenen Familienmitglieder hat, trägt mit großer Wahrscheinlichkeit keine genetische Veränderung. Bei
manchen Frauen gibt es jedoch mehrere an Brustoder Eierstockkrebs Erkrankte in der Familie oder sie
sind bereits früh erkrankt. In diesen Fällen kann eine
genetische Testung sinnvoll sein. In Deutschland wurden daher Einschlusskriterien erstellt, bei denen mit
über 10%-iger Wahrscheinlichkeit eine Mutation in
den Genen BRCA1 oder BRCA2 vorliegen könnte
(siehe Indikation). Bei rund 25% der Familien, die
diese Einschlusskriterien erfüllen, wird eine kausale
Mutation identifiziert.
Frauen mit nachgewiesener Mutation und Frauen aus
BRCA1/2-negativ getesteten Familien mit einem
Heterozygotenrisiko ≥20%, oder einem verbleibenden
Lebenszeitrisiko zu erkranken von ≥30%, wird in
Deutschland ein strukturiertes Früherkennungsprogramm zur Sekundärprävention empfohlen. Für
die Primärprävention gibt es operative Optionen, die
den betroffenen Patientinnen im Rahmen einer interdisziplinären Beratung und Betreuung erläutert werden sollten.
Strategie-Algorithmus, modifiziert nach Stufe-3-Leitlinie Brustkrebs-Früherkennung, DGS (2008)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Bei der prädiktiven genetischen Diagnostik werden
gesunde Risikopersonen untersucht, in der Regel erstgradige Verwandte von Betroffenen. Hier sollte jede
genetische Diagnostik mit dem Angebot einer genetischen Beratung verbunden sein. Bei einer prädiktiven
Diagnostik muss vor der Untersuchung und nach
Vorliegen des Resultats eine genetische Beratung
erfolgen (§10, Abs. 2 GenDG). Eine Ausnahme davon
ist nur möglich, wenn eine schriftliche Verzichtserklärung der Risikoperson nach schriftlicher
Aufklärung über die Beratungsinhalte vorliegt.
Indikation (sog. Hochrisikogruppen)
V.a. familiären Brustkrebs; mindestens eines der folgenden Einschlusskriterien trifft zu
Entsprechend der Stufe-3-Leitlinie für die Diagnostik,
Therapie und Nachsorge des Mammakarzinoms soll
eine Beratung und genetische Testung angeboten
werden, wenn in einer Linie der Familie
- mindestens 3 Frauen an Brustkrebs erkrankt sind
- mindestens 2 Frauen an Brustkrebs erkrankt sind,
davon eine vor dem 51. Lebensjahr
- mindestens eine Frau an Brustkrebs und eine Frau
an Eierstockkrebs erkrankt sind
- mindestens 2 Frauen an Eierstockkrebs erkrankt
sind
- mindestens eine Frau an Brust- und
Eierstockkrebs erkrankt ist
- mindestens eine Frau vor dem 36. Lebensjahr an
Brustkrebs erkrankt ist
- mindestens eine Frau vor dem 51. Lebensjahr an
bilateralem Brustkrebs erkrankt ist
- mindestens ein Mann an Brustkrebs und eine
Frau an Brust- oder Eierstockkrebs erkrankt sind
ziert. Zusätzlich erfolgt eine quantitative Analyse des
BRCA1-Gens auf das Vorhandensein von Deletionen
oder Duplikationen mittels MLPA.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 27 Exons
des BRCA2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert. Zusätzlich erfolgt eine quantitative Analyse des
BRCA2-Gens auf das Vorhandensein von Deletionen
oder Duplikationen mittels MLPA.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2-4 Wochen
Stufe II: weitere 2-4 Wochen
Literatur
Meindl et al, Med Gen 25:259 (2013) / Interdisziplinäre Stufe3-Leitlinie für die Diagnostik, Therapie, und Nachsorge des
Mammakarzinoms, DKG et DGGG (2012) / Meindl et al, Dtsch
Arztebl Int 108:323 (2011) / Rhiem und Schmutzler,
Gynäkologe 43:79 (2010) / Balmana et al, Ann Oncol 20s:19
(2009) / Stufe-3-Leitlinie Brustkrebs-Früherkennung in
Deutschland, DGS (2008) / Engert et al, Hum Mutat 29:948
(2008) / Antoniou et al, J Med Genet 42:602 (2005) / Nelson
et al, Ann Intern Med 143:362 (2005) / Phelan et al, J Med
Genet 42:138 (2005) / Hartmann et Ford, Nature Genetics
32:180 (2002) / GCHBOC, Int J Cancer 97:472 (2002) / MeijersHeijboer et al, Lancet 355:2015 (2000)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: familiäres Mammakarzinom
(ICD-10-Code: [C50.9])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche und MLPA-Analyse BRCA1Gen
und/oder
Stufe II: Mutationssuche und MLPA-Analyse BRCA2Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 24 Exons
des BRCA1-Gens einschließlich Spleißstellen sequen-
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Cardio-Fazio-Cutanes Syndrom (CFC) [Q87.0]
OMIM-Nummer: 115150, 164757 (BRAF), 615278,
190070 (KRAS), 615279, 176872 (MAP2K1), 615280,
601263 (MAP2K2)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
In der Literatur wurden bisher ca. 100 Patienten mit
Cardio-Fazio-Cutanem-Syndrom beschrieben. Es wird
davon ausgegangen, dass es weltweit 200 bis 300
Betroffene gibt, wobei die Erkrankung unterdiagnostiziert ist. Bei dieser zum Formenkreis der RASopathien
gehörenden Erkrankung ist eine differentialdiagnostische Abgrenzung zu den anderen Syndromen aus dem
Spektrum im Säuglings- und Kleinkindalter aufgrund
der phänotypischen Ähnlichkeit schwierig. Die
Bestätigung der Diagnose erfolgt meist auf molekulargenetischer Ebene.
Charakteristka wie Gedeihstörung, Entwicklungs- und
Wachstumsverzögerung, Gesichtsdysmorphien (Lidachsenverlauf nach außen unten, Hypertelorismus,
hohe Stirn), Pigmentveränderungen, Anomalien des
Gastrointestinaltraktes und des zentralen Nervensystems, Herzfehler, Thoraxdeformitäten können einhergehen mit ektodermaler Beteiligung in Form von
dünnem Haar und Nagelhypoplasien. Im Erwachsenenalter zeigt sich eine trockene, hyperkeratotische Haut
mit zusätzlicher palmoplantarer Hyperkeratose. Eine
erhöhte Prädisposition für maligne Erkrankungen
wurde bisher nicht beobachtet
Das Cardio-Fazio-Cutane Syndrom ist genetisch
heterogen. Die vier Gene BRAF, KRAS, MAP2K1 und
MAP2K2 können das CFC verursachen (zur Häufigkeitsverteilung s. Tabelle im Kapitel RASopathien).
Indikation
V.a. Cardio-Fazio-Cutanes Syndrom und DD Noonanlike-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Cardio-Fazio-Cutanes-Syndrom
(ICD-10 Code: [Q87.0])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche BRAF-Gen
und/oder
Stufe II: Mutationssuche MAP2K1- und MAP2K2-Gen
und/oder
Stufe III: Mutationssuche KRAS-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
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Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 18 Exons
des BRAF-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 11 Exons
des MAP2K1-Gens und alle 11 Exons des MAP2K2Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA werden alle 4 codierenden Exons des KRAS-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 3 Wochen
Stufe II: weitere 4 Wochen
Stufe III: weitere 2 Wochen
Literatur
Roberts et al. The Lancet 381:333 /
http://dx.doi.org/10.1016/S0140-6736(12)61023-X(2013)
Rodriguez-Viciana et al. Science 311:1287 (2006) / Niihori et al.
Nat Genet 38:294 (2006) / Tartaglia et al. Clin Genet 63:423
(2003)
Catecholaminerge polymorphe ventrikulär
Tachykardie (CPVT) [I45.8]
OMIM-Nummer: 604772, 180902 (RYR2), 114251
(CASQ2)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
CPVT ist eine autosomal-dominant vererbte
Erkrankung des strukturell gesunden Herzmuskels,
deren Inzidenz ca. 1:10.000 beträgt. Die Arrhythmien
sind adrenerg induziert und manifestieren sich durchschnittlich im Alter von 8 Jahren. Typisch sind bi-direktionale oder polymorphe ventrikuläre Tachykardien.
Unbehandelt führt die CPVT in 60% der Fälle zu
Synkopen vor dem 40. Lebensjahr und in 30-50% der
Fälle zu plötzlichem Herztod vor dem 30. Lebensjahr.
Das Ruhe-EKG scheint normal zu sein. Je früher
Synkopen auftreten, desto schlechter ist die
Prognose. Die Therapie erfolgt mittels ß-Blockern. Ca.
30% der Patienten bleiben jedoch symptomatisch und
benötigen eventuell einen implantierbaren
Defibrillator.
In 40-70% der CPVT-Patienten können ursächliche
Mutationen im Ryanodin Typ 2-Rezeptor-Gen (RYR2)
identifiziert werden. Das RYR2-Gen codiert den kardialen Ryanodin-Rezeptor, den wichtigsten Ca++-freisetzende Kanal des sarkoplasmatischen Retikulums
(SR), der eine zentrale Rolle bei der Aktivierung der
Kardiomyozyten spielt. Seltener sind Mutationen im
Calsequestrin-Gen (CASQ2), die in ca. 3-5% der
Patienten nachweisbar sind und zu einer autosomalrezessiv vererbten Form der CPVT führen. Mutationen
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
in beiden Genen verursachen ein Ca++-"leakage" aus
dem SR. Ähnlich wie beim RYR1-Gen, das die Ursache
der malignen Hyperthermie darstellt, befinden sich
die Mutationen häufiger am Carboxy-Terminuscodierenden Teil des RYR2-Gens. Im Bereich der
Codons 4.000 - 5.000 werden über 40% der Mutationen
nachgewiesen. Besonders gehäuft scheinen Mutationen in Assoziation zur CPVT im stark konservierten
Transmembran-Segment (Aminosäuren 4400 - 4959)
vorzukommen, so dass eine Stufendiagnostik empfohlen wird (Medeiros-Domingo et al. 2009).
Indikation
V.a. CPVT bei typischen Veränderungen im EKG bei
Stress-Provokations-Test unter Belastung oder
Catecholamin-Infusion
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: CPVT (ICD-10 Code: [I45.8])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche 7 Exons RYR2-Gen
und/oder
Stufe II: Mutationssuche 98 Exons RYR2-Gen
und/oder
Stufe III: Mutationssuche CASQ2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden 7 Exons des
RYR2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die restlichen
98 Exons einschließlich Spleißstellen sowie die häufigste Deletion von Exon 3 des RYR2-Gens sequenziert
bzw. analysiert.
Stufe III: Aus genomischer DNA werden alle 11 Exons
des CASQ2-Gens sequenziert und eine quantitative
Analyse des RYR2-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 4 Wochen
Stufe III: weitere 3 Wochen
Literatur
Van der Werf et al, Circ Arrhythm Electrophysiol 5:748 (2012)
/ Ackerman et al, Europace 13:1077 (2011) / Medeiros-
Domingo et al, J Am Coll Cardiol 54:2065 (2009) / Marjamaa
et al, BMC Medical Genetics 10:12 (2009) / Liu et al, Progr
Cardiovasc Dis 51:23 (2008) / Priori et al, J Clin Invest
115:2033 (2005) / Postma et al. J Med Genet 42:863 (2005) /
Priori et al, Circulation 106:69 (2002)
Charcot-Marie-Tooth Neuropathie Typ 1A
(CMT1A, Hereditäre motorische und sensorische Neuropathie, HMSN1A ) [G60.0]
OMIM-Nummer: 118220, 601097 (PMP22)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei den CMT-Neuropathien handelt es sich um die
häufigsten hereditären peripheren Neuropathien mit
klinischer und genetischer Heterogenität (Prävalenz
ca. 1:3.300). Der Erbgang ist vorwiegend autosomaldominant, kann aber auch autosomal-rezessiv oder
X-chromosomal sein. Das Manifestationsalter betrifft
die erste bis dritte Dekade. Betroffene zeigen typischerweise eine langsam progrediente Schwäche und
Atrophie der distalen Muskulatur (Arme und Beine),
die häufig mit einem milden bis moderaten sensorischen Verlust einhergehen. Zudem sind verminderte
Sehnenreflexe und ein Hohlfuß zu beobachten.
Die Klassifikation der CMT-Neuropathien erfolgt
durch genetische, elektrophysiologische und neuropathologische Kriterien. Die häufigste Form betrifft
die autosomal-dominant vererbte CMT1, die einen
Anteil von 40-50% aller CMT-Neuropathien ausmacht
und abhängig vom betroffenen Gen und Art der
Mutation in mehrere Subtypen unterteilt wird. 70%85% aller CMT1 betreffen den Subtyp CMT1A. Die
genetische Grundlage ist eine 1,5 MB TandemDuplikation auf Chromosom 17p11.2 (CMT1ADuplikation), welche u.a. das PMP22-Gen einschließt.
Bei etwa einem Drittel der Patienten entsteht diese
Duplikation de novo.
Bei der CMT1 handelt es sich um eine vorwiegend
motorische, primär peripher demyelinisierende
Polyneuropathie mit distalen Paresen, besonders der
unteren Extremitäten. Die motorische Nervenleitgeschwindigkeit ist stark verringert (<38m/s). Ca. 20%
aller Patienten mit einer nicht klassifizierten, chronischen, peripheren Neuropathie haben CMT1A.
Indikation
V.a. CMT1A (HMSN 1A), Charcot-Marie-Tooth
Neuropathie Typ 1A
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: CMT1A (ICD-10 Code: [Q60.0])
Auftrag: MLPA-Analyse PMP22-Gen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird eine quantitative Analyse
der CMT1A-Region, die u.a. das PMP22-Gen beinhaltet, auf das Vorhandensein von Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
2 Wochen
Literatur
Gess et al, Nervenarzt 84:157 (2013) / Rautenstrauss et al,
medgen 21:543-554 (2009) / Juarez et al, Neural Plasticity
Article ID 171636, 11 pages (2012)
CHARGE-Syndrom (Hall-Hittner-Syndrom)
[Q87.8]
OMIM-Nummer: 214800, 608892 (CHD7)
Dr. med. Imma Rost, Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das CHARGE-Syndrom (Hall-Hittner-Syndrom) wird
autosomal-dominant vererbt, tritt aber in den meisten Fällen sporadisch mit einer Häufigkeit von ca.
1:10.000 auf. Das Akronym CHARGE steht für
Coloboma, Heart defect, Atresia choanae, Retarded
growth, Genital hypoplasia und Ear anomalies. Nach
Verloes (2005) sind Hauptkriterien Colobome,
Choanalatresie und Hypoplasie der Bogengänge,
Nebenkriterien Funktionsstörungen im Bereich des
Hirnstammes wie z.B. Paresen im Bereich des VII. bis
XII. Hirnnerven, Taubheit, Störungen der Hypothalamus-Hypophysen-Achse, die Wachstumshormon
und Gonadotropine einschließen, Anomalien im
Bereich des äußeren und Mittelohres, Fehlbildungen
mediastinaler Organe wie Herz und Ösophagus und
mentale Retardierung. Die Diagnose trifft zu, wenn
drei Hauptkriterien oder zwei Haupt- und drei Nebenkriterien vorliegen. Die klinische Variabilität ist groß.
Die Lebenserwartung ist abhängig vom Schweregrad
der Fehlbildungen; bis zu einem Drittel der Betroffenen
versterben innerhalb des ersten Lebenshalbjahres.
Meist besteht eine psychomotorische Entwicklungsverzögerung, gelegentlich liegt die Intelligenz im
Normbereich.
Bei 60 bis 70 % der Patienten werden Mutationen im
CHD7-Gen gefunden. (CHD: Chromodomäne, ATPase/
Helicase- und eine DNA-bindende Domäne). CHDProteine, die der Familie der Chromatin Remodeling
Faktoren angehören, beeinflussen ChromatinStruktur und Genexpression und haben damit eine
128
wichtige Funktion in der Embryonalentwicklung. Die
Mutationen erstrecken sich über die gesamte codierende Region (Exons 2-38) des CHD7-Gens. In der
Mehrzahl der Fälle handelt es sich um trunkierende
Mutationen, die zu einem vorzeitigen Abbruch der
Proteinsynthese führen. Selten liegen Deletionen vor.
Es gibt keine Genotyp-Phänotyp-Korrelationen. In
mindestens einem Fall wurde ein Keimzellmosaik
nachgewiesen, so dass auch bei fehlendem Mutationsnachweis bei den Eltern ein geringes Wiederholungsrisiko nicht ausgeschlossen werden kann.
Indikation zur Untersuchung:
V.a. CHARGE-Syndrom gemäß den diagnostischen
Kriterien
Anforderung:
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: CHARGE-Syndrom (ICD-10 Code: [Q87.8])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche CHD7-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik CHD7-Gen
humangenetisches Gutachten
Hinweis:
Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG
erforderlich
Material:
1 ml EDTA-Blut
Methode:
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 37 codierenden Exons des CHD7-Gens sequenziert..
Stufe II: Untersuchung auf Duplikationen/Deletionen
Aus genomischer DNA wird eine quantitative Analyse
des CHD7-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung:
Stufe I: 3-4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur:
Pauli S et al, Clin Genet 75:473 (2009)/ Wincent J et al, Eur J
Med Genet 52:271 (2009)/ Sanlaville D et al, Eur J Hum Genet
15:389 (2007)/ Blake KD et al, OJRD 1:34 (2006)/ Aramaki M
et al, J Pediatr 148:410-414 (2006)/ Jongmans MCJ et al, J
Med Genet 43:306-314 (2006)/ Lalani SR et al, Am J Hum
Genet 78:303-314 (2006)/ Verloes, A, Am J Med Genet
133A:306-308 (2005)/ Vissers, LE et al, Nat Genet 36:955-957
(2004)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Chorea Huntington [G10]
OMIM-Nummer: 143100, 613004 (HTT)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh,
Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei der Chorea Huntington, einer autosomal-dominant vererbten, neurodegenerativen Erkrankung,
liegt die Prävalenz in der mitteleuropäischen
Bevölkerung bei 5-7:100.000. Das mittlere
Erkrankungsalter beträgt 40 Jahre, selten erkranken
auch Kinder und ältere Personen. Die Symptomatik
besteht im Wesentlichen aus Bewegungsstörungen,
die im Verlauf choreatiform werden, Wesensveränderungen mit anfänglich oft depressiven
Verstimmungen und mentalem Abbau bis zur
Demenz aufgrund einer Atrophie des Nucleus caudatus und des Putamen bzw des Cortex. Die
Erkrankungsdauer liegt durchschnittlich bei 15 Jahren.
Verursacht wird die Erkrankung durch eine CAGTriplett-Repeat-Expansion im Exon 1 des HTT-Gens.
Normalpersonen zeigen Allele mit 6-26 CAG-Repeats,
ab 40 Repeats tritt immer eine Chorea Huntington auf.
Zwischen der Repeat-Länge und dem Erkrankungsalter
besteht statistisch eine gewisse Korrelation. Durch die
CAG-Repeat-Verlängerung werden vermehrt GlutaminReste in das Huntingtin-Protein eingebaut. Der Mechanismus, der zur Atrophie bestimmter Hirnareale führt,
ist noch nicht genau geklärt. Eine kausale Therapie der
Erkrankung gibt es nicht, Bewegungsstörungen und
psychische Veränderungen können symptomatisch
behandelt werden.
Die symptomatische genetische Diagnostik dient der
Sicherung der klinischen Verdachtsdiagnose bzw. der
Differentialdiagnose bei Patienten, die bereits
Symptome zeigen. Bei der prädiktiven genetischen
Diagnostik werden gesunde Risikopersonen untersucht, in der Regel erstgradige Verwandte von
Betroffenen. Hier sollte jede genetische Diagnostik
mit dem Angebot einer genetischen Beratung verbunden sein. Bei einer prädiktiven Diagnostik muss vor
der Untersuchung und nach Vorliegen des Resultats
eine genetische Beratung erfolgen (§10, Abs. 2
GenDG). Eine Ausnahme davon ist nur möglich, wenn
eine schriftliche Verzichtserklärung der Risikoperson
nach schriftlicher Aufklärung über die Beratungsinhalte vorliegt. Gemäß den Empfehlungen der
Fachgesellschaften sollte eine psychotherapeutische
Betreuung vor, während und nach der Untersuchungsphase bestehen.
Indikation
Symptomatische Diagnostik: V.a. Chorea Huntington
bei entsprechender klinischer Symptomatik
Prädiktive Diagnostik: Untersuchung einer gesunden
erwachsenen Risikoperson
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: HD (ICD-10 Code: [G10])
Auftrag: Bestimmung Triplett-Repeat-Anzahl HTT-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2-5 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird der CAG-Triplett-Abschnitt
des HTT-Gens mittels PCR amplifiziert. Die Längenbestimmung des PCR-Produktes und die daraus resultierende Anzahl der CAG-Nukleotid-Repeats erfolgt
mittels Kapillarelektrophorese.
Dauer der Untersuchung
2 Wochen
Literatur
van der Burg et al, Lancet Neurol 8:765 (2009) / Walker,
Lancet 369:218 (2007) / Levin et al, Expert Rev Mol Diagn
6:587 (2006) / Langbehn et al, Clin Genet 65: 267 (2004) /
McNeil et al, Hum Mol Genet 6:775 (1997) / Rubinsztein et al,
Am J Hum Genet 59:16 (1996) / Gellera et al, Am J Hum Genet
59:475 (1996) / Huntington’s Disease Collaborative Research
Group, Cell 72:971 (1993)
Chylomikronämie-Syndrom (Typ IHyperlipidämie) [E78.3]
OMIM-Nummer: 238600, 609708 (LPL), 608083
(APOC2)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das familiäre Chylomikronämie-Syndrom (Typ I
Hyperlipidämie) ist eine seltene, autosomal-rezessiv
vererbte Störung des Chylomikronen-Stoffwechsels.
Laborchemisch ist die Erkrankung durch extrem
erhöhte Serumkonzentrationen von Triglyceriden (bis
30.000 mg/dl) und ein milchig-rahmiges Serum
gekennzeichnet. Die Diagnose wird meist im
Zusammenhang mit rezidivierenden Pankreatitiden
(DD: hereditäre Pankreatitis) gestellt, eruptive
Xanthome und Hepatomegalie sind weitere häufige
phänotypische Manifestationen, anamnestisch wird
nicht selten eine Milchunverträglichkeit in der
Kindheit angegeben. Die Therapie der pankreatitischen Beschwerden besteht in fettarmer Diät und
Alkoholkarenz, in besonders schweren Fällen kann
eine Lipid-Apherese indiziert sein.
Eine wichtige Rolle beim hydrolytischen Abbau von
triglyceridreichen Lipoproteinen, insbesondere von
Chylomikronen, spielt das hepatische Enzym
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Lipoproteinlipase (Lpl), welches auf den Endothelzellen extrahepatischer Kapillaren vorhanden ist.
Ursache für Typ I-Hyperlipidämie sind homozygote
oder gemischt heterozygote Mutationen im LPL-Gen.
Sekundär kann Lpl-Mangel auch durch Mutationen im
APOC2-Gen, dem wichtigsten Kofaktor für Lpl, verursacht werden. Des Weiteren sind Mutationen im
GPIHBP1-Gen beschrieben, die zu einem Defekt des
Transporters (glycosylphosphatidylinositol anchored
high density lipoprotein binding protein 1, GPIHBP1)
der Lipoproteinlipase führen. Bei einer Therapie der
Hypertriglyceridämie mit Fibraten, die über eine
transkriptionelle Aktivierung der Lpl-Genexpression
wirken, ist zu beachten, ob ein funktionelles LPL-Allel
ggf. mit Restaktivität vorhanden ist. Für die
Bestimmung der Lpl-Aktivität in vitro ist eine Lösung
des Enzyms von seinen Heparin-Sulfat-Bindungsstellen vor der Blutentnahme erforderlich (postHeparin Lpl-Aktivität). Dabei sind die korrekten Abnahmebedingungen zu beachten sowie das sofortige
Einfrieren der EDTA-Plasma- Probe in Trockeneis oder
flüssigem Stickstoff zu gewährleisten.
Indikation
DD bei massiver Hypertriglyceridämie/ Hyperchylomikronämie (Hyperlipoproteinämie Typ I) bzw. rezidivierender Pankreatitis unklarer Genese, Therapieindikation für Fibrate und ggf. Lipid-Apherese.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Typ I-Hyperlipidämie (ICD-10 Code: [E78.3])
Auftrag:
Stufe I (Sensitivität ca. 75%): Mutationssuche LPLGen (2 Exons)
Stufe II (Sensitivität ca. 90%): Mutationssuche LPLGen (8 Exons) Stufe III (Sensitivität > 90%):
Mutationssuche APOC2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden 2 Exons des
LPL-Gens einschließlich der Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die restlichen
8 Exons des LPL-Gens einschließlich der Spleißstellen
sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA werden alle 4 Exons
des APOC2-Gens einschließlich der Spleißstellen
sequenziert.
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Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2-4 Wochen
Stufe II: weitere 2-4 Wochen
Stufe III: weitere 2-4 Wochen
Literatur
Custodis et Laufs, Dtsch Med Wochenschr 136:1533 (2011) /
Young et al, J Lipid Res 52:1869 (2011) / Leaf, Am J Med
121:10 (2008) / Rip et al, Hum Gene Ther 16:1276 (2005) /
Evans et Kastelein, Cardiovasc Drugs Ther 16:283 (2002) /
Merkel et al, J Lipid Res 43:1997 (2002) / Gilbert et al, Ann
Genet 44:25 (2001) Brunzell and Deeb in Scriver et al (eds),
The Metabolic and Molecular Bases of Inherited Disease 8th
E., Chapter 117:2789 (2001) / SantamarinaFojo et al, Curr
Opin Lipidol 3:186 (1992)
Coffin-Lowry-Syndrom (CLS) [Q89.8]
OMIM-Nummer: 303600, 300075 (RPS6KA3)
Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Coffin-Lowry-Syndrom ist ein X-chromosomaldominant vererbtes Syndrom, dessen Leitsymptome
im männlichen Geschlecht die mentale Retardierung
(IQ 15 – 60) und ein charakteristisches Aussehen sind.
Die Häufigkeit wird auf ca. 1:50.000 bis 1:100.000
geschätzt. Die äußeren Merkmale sind eine betonte
Stirn, weiter Augenabstand, nach außen unten verlaufende Lidachsen, kräftige Nase mit evertierter Nasenbodenebene, volle Lippen und evertierte Unterlippe,
überstreckbare Hand- und Fingergelenke, breite, spitz
zulaufende Finger. Im Säuglings- und Kleinkindalter
imponiert eine Muskelhypotonie. Die Endgröße liegt
meist unter der 3. Perzentile. 80% der Betroffenen
entwickeln eine progrediente Kyphoskoliose, z. T. mit
kardiovaskulären Komplikationen, ebenso viele haben
eine Trichter- oder Hühnerbrust, ca. 15% zeigen eine
Mitralinsuffizienz, etwa 30% eine Innenohrschwerhörigkeit. Krampfanfälle treten in ca. 5% auf, „drop
attacks“, ein plötzlicher Tonusverlust bei erhaltenem
Bewusstsein auf akustische oder taktile Reize in ca.
20%. Frauen sind in der Regel leichter betroffen,
wobei das Symptomenspektrum in Abhängigkeit von
der X-Inaktivierung von unauffälligem Phänotyp mit
normaler Intelligenz bis zum Vollbild wie im männlichen Geschlecht reichen kann.
Verursacht wird das CLS durch Mutationen im
RPS6KA3-Gen auf dem Kurzarm des X-Chromosoms
(Xp22.1-22.2). Das Gen codiert für eine Serin-ThreoninKinase. Etwa 60% sind Neumutationen. Keimzellmosaike wurden beschrieben.
Indikation
V.a. Coffin-Lowry-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
molek_parameter_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:57 Seite 131
Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Coffin-Lowry-Syndrom (ICD-10 Code: [Q89.8])
Auftrag: Mutationssuche RPS6KA3-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode F
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 22 Exons
des RPS6KA3-Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des RPS6KA3-Gens auf das Vorhandensein
von Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA
durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
4-8 Wochen
Literatur
Marques Pereira et al, EJHG doi:10.1038/ejhg2009.189 (2009)
/ Marques Pereira et al, Hum Genet 122:541 (2007) / Horn et
al, Prenat Diagn 21:881 (2001) / Field et al, Clin Genet 70:509
(2006) / Delaunoy et al, Clin Genet 70:161 (2006) / Hunter,
Am J Med Genet 111: 345 (2002) / Hanauer et al, J Med Genet
39: 705 (2002) / Trivier et al, Nature 384: 567 (1996)
Congenitale bilaterale Aplasie des Vas deferens
(CBAVD) [Q55.4]
OMIM-Nummer: 277180, 602421 (CFTR)
Dr. rer. biol. hum. S. Chahrokh-Zadeh,
Dr. rer. nat. Annett Wagner
Wissenschaftlicher Hintergrund
CBAVD führt zu männlicher Infertilität und kann isoliert oder als Manifestation der Cystischen Fibrose
(CF, Mukoviszidose) auftreten. Eine durch degenerative
Veränderungen bedingte Obstruktion der Transportkanäle im männlichen Genitalsystem ist für die
Infertilität verantwortlich. CBAVD versteht sich als
eine atypische Form der CF oder CFTR-RD (related
disease) und wird durch Mutationen im CFTR-Gen
verursacht. Diese Mutationen führen durch Funktionsstörungen eines Chloridkanals in der apikalen
Zellmembran von Drüsenepithelzellen zur Änderung
des Salzgehaltes des Schweißes und anderer
Körpersekrete.
Die Heterozygotenfrequenz für CFTR-Mutationen in
der kaukasischen Bevölkerung wird auf 1:25 geschätzt.
Allerdings findet man bei CBAVD andere Mutationen
als bei CF, in 40-50% der Fälle sind hier bei Kaukasiern
drei Mutationen: F508del, R117H und das 5T-Allel
nachweisbar. Typisch für CBAVD ist eine Kombination
aus einer „schwerwiegenden“ (z. B. F508del) und
einer „milden“ Mutation (z. B. R117H) oder zwei „mil-
den“ Mutationen. Ist nur eine Mutation nachweisbar,
so muss dennoch von einer zweiten Mutation ausgegangen werden, die mit heutigen Untersuchungsmethoden nicht nachweisbar ist. Es wird empfohlen,
vor einer geplanten künstlichen Befruchtung (ICSI)
auch die Partnerin eines CFTR-Mutationsträgers auf
Mutationen im CFTR-Gen zu untersuchen. Bei
Nachweis einer CFTR-Mutation bei beiden Partnern
besteht ein Risiko für das Auftreten einer
Mukoviszidose bei Kindern, weshalb eine genetische
Beratung zu empfehlen ist.
Indikation
Männliche Infertilität unklarer Genese, obstruktive
Azoospermie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: CBAVD (ICD-10 Code: [E84.9])
Auftrag:
Stufe I: CFTR-Mutationen: F508del, R117H, 5T-Allel
Stufe II: 33 häufigste Mutationen CFTR-Gen
und/oder
Stufe III: Mutationssuche CFTR-Gen
und/oder
Stufe IV: MLPA CFTR-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Nach Extraktion genomischer DNA aus EDTABlut werden mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR)
Abschnitte des CFTR-Gens amplifiziert. Der Nachweis
der Mutationen erfolgt durch direkte DNASequenzierung oder Restriktionsanalyse.
Stufe II: Nachweis der 33 häufigsten CFTR-Mutationen
inkl. CFTRdel2,3(21kb) erfolgt nach Amplifikation der
entsprechenden Genabschnitte durch Hybridisierung
mit Fluoreszenz-markierten spezifischen Oligonukleotidsonden.
Stufe III: Die Mutationssuche erfolgt nach
Amplifikation aller 27 codierenden Exons sowie der
angrenzenden Exon/Intron-Übergangsstellen des
CFTR- Gens durch direkte DNA-Sequenzanalyse.
Stufe IV: Quantitative Analyse aller 27 Exons des
CFTR-Gens auf das Vorhandensein von Deletionen
oder Duplikationen mittels MLPA-Methode (Multiplex
Ligation Probe Amplification).
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: 2 Wochen
Stufe III: 6 Wochen
Stufe IV: 3 Wochen
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Literatur
Gallati et al., Reprod Biomed Online 19:5 (2009)/ Claustres,
Reprod Biomed Online 10:14 (2005) / Gazvani et Lewis-Jones,
Int J Androl 27:1 (2004) / Quinizii et Castellani, J Endocrinol
Invest 23:684 (2000) / Chillon et al, New Eng J Med 332:1475
(1995) / Anguiano et al, JAMA 267:1794 (1992)
Congenitale kontrakturelle Arachnodaktylie
(CCA) [Q87.4]
OMIM-Nummer: 121050, 612570 (FBN2)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Kongenitale kontrakturelle Arachnodaktylie (CCA) ist
eine seltene autosomal-dominant vererbte Erkrankung,
die einige Symptome wie Arachnodaktylie,
Dolichostenomelie, Brustkorbdeformitäten und
Kyphoskoliose mit dem häufigeren Marfan-Syndrom
gemeinsam hat. Die CCA zeigt im Gegensatz zum
Marfan-Syndrom keine kardiovaskuläre und okuläre
Beteiligung.
Als molekulare Ursache der CCA konnten bislang ausschließlich Mutationen in dem zu FBN1 homologen
Gen FBN2 identifiziert werden. Fibrillin-2, das Genprodukt von FBN2, wird präferentiell in elastischen
Geweben wie der Tunica media der Aorta und entlang
der Bronchien exprimiert. Alle bisher bekannten
FBN2-Mutationen liegen im Bereich der Exons 23-34,
einer analogen Region, in der im FBN1-Gen diejenigen
Mutationen lokalisiert sind, welche mit der schweren,
sog. neonatalen Form des Marfan-Syndroms assoziiert sind. Ähnlich wie bei FBN1 führen die meisten
Mutationen in FBN2 zu Cysteinsubstitutionen in EGFhomologen Domänen.
Indikation
V.a. und DD CCA
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: CCA (ICD-10 Code: [Q87.4])
Auftrag:
Stufe I: Mutationsuche 15 Exons FBN2-Gen
und
Stufe II: Mutationssuche restliche Exons FBN2-Gen
(nur nach Rücksprache)
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2-3 Wochen
Stufe II: weitere 3 Wochen
Literatur
Callewaert et al, Hum Mutat 3:334 (2009) / Frederic et al,
Hum Mutat 30:181 (2009) / Gupta et al, Hum Mutat Hum
Mutat 19:39 (2002) / Robinson et al, J Med Genet 37:9 (2000)
/ Park et al, Am J Med Genet 78:350(1998)
Costello-Syndrom [Q87.0]
OMIM-Nummer: 218040, 190020 (HRAS)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das zum Formenkreis der RASopathien zählende
Costello-Syndrom ist eine sehr seltene Erkrankung mit
einer geschätzten Inzidenz von 1:300.000 (Vereinigtes
Königreich) oder 1:1.230.000 (in Japan). Der Erbgang
ist autosomal-dominant.
Für RASopathien typische Symptome wie pränatales
Nackenödem, postnatal faziale Dysmorphien,
Kleinwuchs, milde bis moderate mentale
Retardierung und Herzfehler sind hier ebenfalls
beschrieben. Als Hauptmerkmal fallen perinasal
und/oder perinanal benigne kutane Papillome auf.
Charakteristisch ist weiterhin die zunehmende
Pigmentierung der Haut.
Bei 90% der Betroffenen fällt pränatal im Ultraschall
ein schweres Polyhydramnion oder Nackenödem auf.
Perinatal sind Ödeme maßgeblich verantwortlich für
ein anfänglich hohes Geburtsgewicht, gefolgt von
einer schweren Gedeihstörung aufgrund erheblicher
Ernährungsprobleme. Bei den Herzfehlern handelt es
sich im Wesentlichen um Hypertrophe Kardiomyopathie
(HCM) und Artiumseptumdefekte in Verbindung mit
Arrythmien. Das Risiko für die Entwicklung solider
Tumore (hauptsächlich Rhabdomyosarkom) in der
Kindheit oder im frühen Erwachsenenalter ist auf
etwa 15% erhöht.
Das einzige für Costello-Syndrom ursächliche Gen ist
das HRAS-Gen. 80-90% der Mutationen betreffen die
Aminosäure Glycin an Position 12 in Exon 2 des
Proteins GTPase HRas, vereinzelt sind auch andere
Mutationen des HRAS-Gens beschrieben.
Indikation
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden 15 Exons des
132
FBN2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die restlichen
Exons des FBN2-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
V.a. Costello-Syndrom und DD Noonan-like-Syndrom
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Costello-Syndrom (ICD-10 Code: [Q87.0])
Auftrag: Mutationssuche HRAS-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird in zwei Stufen zunächst
Exon 2, anschließend alle 3 weiteren codierenden
Exons des HRAS-Gens und das alternativ gespleißte
Exon 5 einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3-4 Wochen
Literatur
Abe IL: International Meeting on Genetic Syndromes of the
Ras/MAPK Pathway (2011) / Gripp et al, Am J Med Genet. A
155:2263 (2011) / Tartaglia et Gelb, Mol Syndromol. 1:2
(2010) / Sol-Church et al, Am J Med Genet. A 149A:315 (2009)
/ Zampino et al, Hum Mut. 28:265 (2007) / Aoki et al, Nat
Genet. 37:1038 (2005)
Creutzfeldt-Jakob Erkrankung, familiäre Form
(CJD) [A81.0]
OMIM-Nummer: 123400, 176640 (PRNP)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall,
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei der Creutzfeldt-Jacob-Erkrankung handelt es sich
um eine seltene, neurodegenerative, spongiforme
Enzephalopathie auf der Grundlage einer subakuten
Infektion durch ein pathogen wirkendes, sterisch verändertes Prionprotein (PrP). Die krankheitsverursachende Konformationsveränderung von PrP kann
infektions- oder mutationsbedingt durch das codierende Gen PRNP bedingt sein. Die Erstmanifestationen der
Erkrankung treten ab dem 3. bis zum 8. Lebensjahrzehnt auf, das durchschnittliche Erkrankungsalter liegt
bei 61,5 Jahren. Die meisten Patienten versterben
innerhalb eines Jahres nach Auftreten der Erkrankung.
Die Creutzfeldt-Jakob Erkrankung tritt weltweit mit
einer Inzidenz von ungefähr 1:1.000.000 auf. Vergleichsweise häufig findet man die familiäre Form von
CJD bei Chilenen und libyschen Juden (Inzidenz
1:20.000). Der Anteil familiärer CJD-Erkrankungen
liegt bei Juden libyscher Herkunft etwa bei 40-50%.
Ungefähr 10% aller Fälle folgen einem autosomaldominanten Erbgang. In über 70% der weltweit untersuchten familiären CJD-Fälle konnte eine Punktmutation
im PRNP-Gen identifiziert werden (E200K), die als
ursächlich betrachtet wird. Darüberhinaus konnten in
der jüngeren Vergangenheit einige genetische
Varianten in den regulatorischen Regionen des PRNPGens nachgewiesen werden, die mit der sporadischen
Form von CJD (sCJD) assoziiert zu sein scheinen.
Weiterhin wurde im Zusammenhang mit der BSEErkrankung bei Rindern eine variante Form von CJD
(vCJD) beschrieben, die offenbar übertragbar und
damit erworben ist.
Indikation
V.a. und DD Creutzfeldt-Jacob Erkrankung
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: CJD familiäre Form (ICD-10 Code: [A81.0])
Auftrag: Mutationssuche PRNP-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird Exon 2 des PRNP-Gens
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
2-3 Wochen
Literatur
Gozke et al, Cases J 1:146 (2008) / Michalczyk et Ziman, Histol
Histopathol 22:1149 (2007) / Hilton, J Pathol 208:134 (2006) /
Johnson, Lancet Neurol 4:635 (2005) / McCormack et al, Gene
288:139 (2002) / Colombo, Am J Hum Genet, 67:528 (2000) /
Lee et al, Am J Hum Mut 64:1063 (1999) / Prusiner, Science
252:1515 (1991)
Creutzfeldt-Jakob Erkrankung, sporadische
Form und neue Variante [A81.0]
OMIM-Nummer: 123400, 176640 (PRNP)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall,
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Während über sporadische Formen der CreutzfeldtJakob Erkrankung (sCJD) bereits in den 70er Jahren berichtet wurde, fiel 1996 erstmals eine neue Variante
der Erkrankung (vCJD) auf, die vermutlich auf den Menschen übertragen werden konnte. Die meisten Erkrankten gab es in Großbritannien im zeitlichen Zusammenhang mit der Rinderseuche BSE. Die Erkrankung trat
frühestens im Alter von 12 Jahren auf, die Patienten
verstarben durchschnittlich im Alter von 29 Jahren.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Aufgrund der ähnlichen Symptomatik von sCJD und
vCJD und der familiären Form von CJD wurde eine
Beziehung zum Prionprotein PrP vermutet und das
codierende PRNP-Gen in den vCJD-Patienten systematisch untersucht. Bei den meisten Untersuchten konnte eine genetische Variante in Codon 129 des PRNPGens, der PRNP-M129V-Polymorphismus (rs1799990),
nachgewiesen werden (Homozygotie für die
Aminosäure Methionin in Position 129). Bei Kuru,
einer anderen Form von übertragbarer spongiformer
Enzephalopathie, bei der ebenfalls das Prion-Protein
beteiligt ist, ist Heterozygotie für Methionin in
Position 129 des PRNP-Gens mit einem späteren
Erkrankungsbeginn assoziiert. Etwa 40% der kaukasischen Bevölkerung ist homozygot für Methionin, 50%
heterozygot und 10% homozygot für Valin in Position
129. Aufgrund der bisherigen Erkenntnisse scheint
Valin in Codon 129 einen gewissen Schutz bezüglich
vCJD zu bieten bzw. den Erkrankungsbeginn zu verzögern.
Indikation
V.a. und DD sCJD oder vCJD, Personen mit hohem
Expositionsrisiko
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: vCJD (ICD-10 Code: [A81.0])
Auftrag: PRNP-M129V-Polymorphismus
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird ein Abschnitt des PRNPGens amplifiziert. Der Nachweis des Polymorphismus
erfolgt durch Restriktionsanalyse.
Dauer der Untersuchung
5 Tage
Literatur
Saba et Booth, Public Health Genomics 16:17 (2013) / Mead
et al, Lancet Neurol 8:57 (2009) / Vollmert et al, J Med Genet
43:e53 (2006) / Tyler, New Engl J Med 348:681 (2003) /
Spencer et al, 324:1479 (2002) / Will et al, Ann Neurol 47:575
(2000) / Verity et al, Lancet 356:1224 (2000) / Kovacs et al,
Neuropathol Appl Neurobiol 26:463 (2000) / Zimmermann et
al, Acta Neuropathol (Berl) 97:355 (1999) / Cervenakova et al,
Proc Natl Acad Sci (1998) / Will et al, Lancet 347:921 (1996)
Crigler-Najjar-Syndrom [E80.5]
OMIM-Nummer: 218800, 606785, 191740 (UGT1A1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl.-Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Crigler-Najjar-Syndrom ist eine sehr seltene, autosomal-rezessive Stoffwechselerkrankung der Leber,
die durch eine nicht-hämolytische unkonjugierte
Hyperbilirubinämie gekennzeichnet ist. Die Inzidenz
wird mit ca. 1:1 Mio Neugeborene angegeben. Es wird
zwischen dem schweren Typ I mit völlig fehlender
Aktivität der Bilirubin-UDP-Glucuronyltransferase
(UGT1A1) und dem unvollständig defizienten Typ II
mit UGT1A1-Restaktivität unterschieden. Beim schwer
verlaufenden Typ I liegt die Bilirubinkonzentration im
Serum bei 20-45 mg/dl. Die initiale Behandlung der
Neugeborenen erfolgt durch Phototherapie, später
durch Plasmapherese, oft ist eine Lebertransplantation
notwendig. Neurologische Komplikationen durch
Neurotoxizität des unkonjugierten Bilirubins sind häufig. Beim leichter verlaufenden Typ II liegt die
Bilirubinkonzentration bei 6-20 mg/dl. Durch eine
Induktionstherapie mit Phenobarbital kann diese um
60-70% erniedrigt werden.
Molekulare Ursache beider Formen sind Mutationen
im UGT1A1-Gen. Beim Crigler-Najjar-Typ I werden
häufig Mutationen nachgewiesen, die zur Termination
der Translation und somit zum vollständigen funktionellen Verlust der betroffenen Allele führen. Beim Typ
II hingegen trägt mindestens ein Allel eine milde
Mutation, die nur mit dem Austausch einer Aminosäure verbunden ist. Dadurch bleibt eine Restaktivität
der UDP-Glucuronyl-Transferase von etwa 10% erhalten. Der häufige (TA)7-Polymorphismus in der
UGT1A1-Promotor-Region, der eine verminderte
Expression des Gens zur Folge hat, kann in
Kombination mit einer weiteren Mutation ebenfalls
zum Crigler-Najjar-Typ II führen. Ist der (TA)7Polymorphismus auf einem Allel mit einer milden
Mutation lokalisiert, kann in Verbindung mit einer
zusätzlichen schwerwiegenden Mutation auf dem
zweiten Allel ein schwerwiegender Typ I resultieren.
Folglich sollte auch bei Verdacht auf ein Crigler-NajjarSyndrom die Promotor-Region immer zusätzlich analysiert werden (siehe auch Meulengracht-GilbertSyndrom).
Indikation
Neugeborene mit klinischem V.a. Crigler-NajjarSyndrom und deutlich erhöhtem unkonjugiertem
Serumbilirubin
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
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MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Diagnose: Crigler-Najjar-Syndrom
(ICD-10-Code: [E80.5])
Auftrag: Mutationssuche UGT1A1-Gen, UGT1A1-TAPromotor-Expansion
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 5 Exons des
UGT1A1-Gens einschließlich Spleißstellen sowie die
Promotor-Region sequenziert.
Dauer der Untersuchung
2 Wochen
Literatur
Strassburg, Best Pract Res Clin Gastroenterol 24:555 (2010) /
Teng et al, Clin Genet 72:321 (2007) / Servedio et al, Hum
Mutat 25:325 (2005) / Kadakol et al, Hum Mutat 16:297
(2000) / Iolascon et al, J Med Genet 37:712 (2000) / Gantla et
al, Am J Hum Genet 62:585 (1998)
Crouzon-Syndrom (Craniofaziale Dysostose
Typ 1, CFD1) [Q75.1]
OMIM-Nummer: 123500, 176943 (FGFR2), 612247,
134934 (FGFR3)
Dr. med. Imma Rost, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Crouzon-Syndrom tritt mit einer Häufigkeit von
ca. 1: 63.000 auf und hat einen Anteil von rund 5% an
allen Kraniosynostosen. Betroffen ist meist die
Koronarnaht, auch in Kombination mit weiteren
Nahtsynostosen. Daraus resultiert meist eine
Brachyzephalie. Die kurze vordere Schädelgrube führt
zu einer Protrusio bulbi, oft mit Strabismus divergens.
Der Visus kann eingeschränkt sein. Auch beim
Crouzon-Syndrom ist das Mittelgesicht hypoplastisch
mit einer prominenten Nase und einer mäßigen mandibulären Prognathie. Wirbelfusionen im Bereich der
HWS sollen bei ca. 30% der Patienten vorliegen, leichte Hörstörungen bei bis zu 50%. Hände und Füße zeigen keine Fehlbildungen; die Intelligenz ist meist normal.
Das Crouzon-Syndrom tritt zu etwa 50% sporadisch
und zu 50% familiär auf. Als Ursache wurden verschiedene Mutationen im FGFR2-Gen gefunden, bei sporadischen Fällen nur auf dem väterlichen Allel, was wie
beim Apert-Syndrom auf einen starken väterlichen
Alterseffekt hinweist (Paternal Age Effect). Derzeit
bestehen nur chirurgische Therapieoptionen. Eine
Sonderform stellt das Crouzon-Syndrom mit
Acanthosis nigricans dar, das durch eine Ala391GluMutation in FGFR3 verursacht wird.
Indikation
V.a. und DD Crouzon-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Crouzon-Syndrom (ICD-10-Code: [Q75.1])
Auftrag: Mutationssuche FGFR2-Gen bei V.a.
Crouzon-Syndrom
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons
des FGFR2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
8 Wochen
Literatur
Arnaud-Lopez, Clin Genet 72:405 (2007) / Eswarakumar et al,
Proc Natl Acad Sci USA 103:18603 (2006) / Cohen, Am J Med
Genet 136:313 (2005) / Grosso et al, Am J Med Genet 129:300
(2004)
Cryopyrin-assoziierte periodische Syndrome
(CAPS) [G03.1,G44.8,L50.8,M08.9]
OMIM: 120100 (FCAS), 191900 (MWS), 607115
(NOMID), 606416 (NLRP3)
Dr. rer. nat. Barbara Grumbt, Dr. med. Kaimo Hirv
Wissenschaftlicher Hintergrund
Zu den Cryopyrin-assoziierten periodischen Syndrome
(CAPS) gehören die früher separat geführten
Erkrankungen:
- familiäres Kälte-assoziiertes Syndrom (FCAS),
- Muckle-Wells-Syndrom (MWS)
- neonatal-onset multisystem inflammatory
disease (NOMID) bzw. chronic infantile neurological cutaneous and articular syndrome (CINCA)
Nachdem bei allen drei Syndromen Mutationen im
NLRP3-Gen (auch NALP3/CIAS1) als Ursache identifiziert wurden, geht man davon aus, dass diese
Erkrankungen unterschiedlich ausgeprägte klinische
Schweregrade derselben pathophysiologischen
Veränderung darstellen. CAPS werden autosomaldominant vererbt, bei NOMID treten Mutationen
überwiegend de novo auf. Es können alle Ethnien von
CAPS betroffen sein. In Deutschland geht man von 2-7
neu diagnostizierten Patienten (im Alter ≤ 16 Jahren)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
pro Jahr aus. Erste auffällige Manifestation ist ein
Urtikaria-ähnlicher Hautausschlag, der sich kurz nach
der Geburt (NOMID) oder in der frühen Kindheit bei
allen drei Erkrankungen entwickelt. Zusätzlich treten
Fieberschübe auf, meist begleitet von Arthralgien,
Kopfschmerzen, Müdigkeit und Konjunktivitis. Bei
FCAS werden die Fieberschübe durch Kälteexposition
ausgelöst und dauern meist bis zu 24 Stunden. MWS
ist im weiteren Krankheitsverlauf (oft erst in der
Adoleszenz) durch die Entwicklung eines progressiven
sensorineuralen Hörverlustes charakterisiert. Bei etwa
25% der MWS-Patienten kommt es zu einer sekundären Amyloidose. NOMID zeigt den schwersten
Phänotyp der CAPS. Faziale Auffälligkeiten wie eine
prominente Stirn und Sattelnase sind beschrieben,
typisch sind neurologische und artikuläre Symptome.
Postnatal entwickelt sich häufig eine chronisch fortschreitende aseptische Meningitis, sensorineuraler
Hörverlust und eine Optikusatrophie. Therapie der
Wahl bei CAPS ist die gezielte IL-1 Blockade.
Das NLRP3-Genprodukt Cryopyrin ist Schlüsselkomponente des Cryopyrin-Inflammasoms, ein zytoplasmatischer Proteinkomplex, der im Rahmen der
angeborenen Immunantwort gebildet wird und die IL1β-Produktion induziert. Mutationen im NLRP3-Gen
führen, vermutlich durch eine konstitutive Aktivierung
des Cryopyrins, auch in Abwesenheit exogener Stimuli
zu einer erhöhten Produktion von IL-1β. Fast alle der
bisher bekannten Mutationen sind in Exon 3 des
NLRP3-Gens lokalisiert. Bei etwa 40-60% der
Patienten mit klassischer klinischer Manifestation des
NOMID-Syndroms werden allerdings keine Mutationen
in der gesamten codierenden Region des NLRP3-Gens
gefunden.
Indikation
V.a. und DD CAPS, FCAS, MWS, NOMID, rezidivierende
Fieberschübe unklarer Genese
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: CAPS, FCAS, MWS, CINCA/NOMID
(ICD-10 Code: [G03.1,G44.8,L50.8,M08.9])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche NLRP3-Gen (Exon 3)
und/oder
Stufe II: Mutationssuche NLRP3-Gen (restliche Exons)
humangenetisches Gutachten
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden die entsprechenden
Abschnitte (Stufendiagnostik) der Exons 1-9 des
NLRP3-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II befindet sich in Etablierung.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 3-4 Wochen
Cryopyrin ist ein intrazellulärer Rezeptor, der verschiedene pathogen- und danger-assoziierte molekulare Muster (PAMP,
DAMP) erkennt und dadurch in eine entfaltete aktive Form überführt wird. Weitere Proteine werden rekrutiert, die das
Inflammasom bilden. Aktivierte Caspase-1 prozessiert pro-IL-1ß zu seiner reifen Form, die v.a. von Monozyten und
Makrophagen sezerniert wird. IL-1ß vermittelt die Entstehung von Fieber, Aktivierung von Leukozyten und Produktion weiterer Entzündungsmediatoren.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Literatur
Yu et al, Curr Allergy Asthma Rep 11:12 (2011) / Cuisset et al,
Ann Rheum Dis 70:495 (2011) / Lainka et al, Klin Padiatr
222:356 (2010) / Neven et al, Aksentijevich et al, Arthritis
Rheum 46:3340 (2002) / Hoffman et al, Nat Genet 29:301
(2001)
Cystische Fibrose (Mukoviszidose, CF) [E84.9]
OMIM-Nummer: 219700, 602421 (CFTR)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Cystische Fibrose (CF) ist die häufigste autosomalrezessiv vererbte Erkrankung in der kaukasischen
Bevölkerung (Häufigkeit ca. 1:2.500, Heterozygotenfrequenz ca. 1:25). Mutationen im CFTR (Cystic
Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator)Gen führen zu Funktionsstörungen eines Chloridkanals in der apikalen Membran von Drüsenepithelzellen und dadurch zur Änderung des Salzgehaltes des
Schweißes und anderer Körpersekrete. Hierdurch
kommt es zur Bildung des charakteristischen, zähflüssigen Schleims. Die Erkrankung betrifft vor allem
das Bronchialsystem, ist mit häufigen Infektionen
assoziiert und fortschreitend. Auch der Magen-DarmTrakt kann durch Sekretionsstörungen des Pankreas
betroffen sein. Bei etwa 85% der Patienten tritt eine
Pankreasinsuffizienz auf. Die durchschnittliche Lebenserwartung Betroffener liegt bei ca. 30–40 Jahren.
Jedes 25. Individuum in den westlichen Industrienationen ist asymptomatischer Träger (Konduktor)
einer CFTR-Mutation. Gemeinsame Nachkommen
zweier Konduktoren haben ein Risiko von 25%, an
manifester CF zu erkranken. Die in vielen Bevölkerungsgruppen am häufigsten nachweisbare Mutation ist
F508del. Je nach Art und Schweregrad der CFTRMutationen kann es zu unterschiedlicher Ausprägung
der Erkrankung kommen. Neben der klassischen CF
gibt es noch atypische Formen (CFTR-RD (related
disease)), wie z.B. disseminierte Bronchieektasien,
atypische chronische Rhinosinusitis, chronische
Pankreatitis (s. auch Pankreatitis), und CBAVD (congenitale bilaterale Aplasie des Vas deferens; s. auch
Kapitel Reproduktionsgenetik).
Indikation
Klinisch V.a. oder positive Familienanamnese für CF,
Ehepartner und deren Blutsverwandte, Patienten mit
erhöhtem immunreaktiven Trypsin, pathologischem
Schweißtest, Pankreasinsuffizienz und chronisch rezidivierender Pneumonie oder Bronchitis, chronische
Pankreatitis (s. auch Pankreatitis), männliche
Infertilität unklarer Genese (s. auch CBAVD).
Diagnose: CF (ICD-10 Code: [E84.9])
Auftrag:
Stufe I: Mutation F508del
Stufe II: 33 häufigste Mutationen CFTR-Gen
und/oder
Stufe III: Mutationssuche CFTR-Gen
und/oder
Stufe IV: MLPA CFTR-Gen
(Bei gesetzlich Versicherten nur Stufe II - IV)
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird ein Abschnitt von
Exon 10 des CFTR-Gens amplifiziert. Der Nachweis der
Mutation F508del erfolgt durch Restriktionsanalyse.
Stufe II: Der Nachweis der 33 häufigsten CFTRMutationen inkl. CFTRdel2,3(21kb) erfolgt nach
Amplifikation der entsprechenden Genabschnitte
durch Hybridisierung mit Fluoreszenz-markierten spezifischen Oligonukleotidsonden.
Stufe III: Aus genomischer DNA werden alle 27 codierenden Exons des CFTR-Gens sequenziert.
Stufe IV: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse aller 27 Exons des CFTR-Gens auf das
Vorhandensein von Deletionen oder Duplikationen
mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 5 Tage
Stufe II: weitere 2 Wochen
Stufe III: weitere 6 Wochen
Stufe IV: weitere 2 Wochen
Literatur
O'Sullivan et al, Lancet 373:1891 (2009) / Castellani et al, J
Cyst Fibros 7:179 (2008) / Ogino et al, J Med Genet 41:e70
(2004) / Steiner et al, Hum Mutat 24:120 (2004) / Bobadilla et
al, Hum Mutat 19:575 (2002) / Welsh et al in Scriver CR et al
(eds): The Metabolic and Molecular Bases of Inherited
Disease, 8th Ed, Chapter 201 (2001) / Claustres et al, Hum
Mutat 16:143 (2000) / Bombieri et al, Hum Genet 103:718
(1998) / Brinson et al, Genetic Testing, Vol.1, No. 1 (1997)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Dentatorubrale Pallidoluysische Atrophie
(DRPLA) [G11.9]
OMIM-Nummer: 125370, 607462 (ATN1)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh,
Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei der DRPLA handelt es sich um eine autosomaldominant vererbte neurodegenerative Erkrankung,
die als Leitsymptome eine progrediente cerebelläre
Ataxie sowie Myoklonusepilepsie, Choreoathetose
und Demenz zeigt. Das Erkrankungsalter ist variabel,
meist werden erste Symptome im frühen
Erwachsenenalter manifest. Die DRPLA kommt in
westlichen Ländern wesentlich seltener vor als z.B. in
Japan.
Verursacht wird sie durch eine CAG-Repeat-Expansion
im Atrophin-1-Gen ATN1. Wie bei anderen CAGTriplett-Repeat-Erkrankungen wird auch hier eine
Antizipation beobachtet, d.h. ein früheres Erkrankungsalter in aufeinanderfolgenden Generationen
mit zunehmender Repeatlänge. Die Tatsache, dass
eine Verlängerung des Repeats v.a. bei der Vererbung
über den Vater auftritt, deutet auf eine Instabilität
v.a. in der männlichen Keimbahn hin.
Bei der prädiktiven genetischen Diagnostik werden
gesunde Risikopersonen untersucht, in der Regel erstgradige Verwandte von Betroffenen. Hier sollte jede
genetische Diagnostik mit dem Angebot einer genetischen Beratung verbunden sein. Bei einer prädiktiven
Diagnostik muss vor der Untersuchung und nach
Vorliegen des Resultats eine genetische Beratung
erfolgen (§10, Abs. 2 GenDG). Eine Ausnahme davon
ist nur möglich, wenn eine schriftliche Verzichtserklärung der Risikoperson nach schriftlicher
Aufklärung über die Beratungsinhalte vorliegt. Gemäß
den Empfehlungen der Fachgesellschaften sollte eine
psychotherapeutische Betreuung vor, während und
nach der Untersuchungsphase bestehen.
Indikation
Personen mit entsprechender neurologischer
Symptomatik, gesunde Risikopersonen (prädiktive
Diagnostik), DD Chorea Huntington.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: DRPLA (ICD-10 Code: [G11.9])
Auftrag: Bestimmung Triplett-Repeat-Anzahl ATN1Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
138
Material
2-5 ml EDTA-Blut
Methode F
Aus genomischer DNA wird ein CAG-Triplett-Bereich
umfassender Abschnitt des Atrophin-1-Gens ATN1
mittels PCR amplifiziert. Zur Bestimmung der TriplettLänge wird eine Kapillarelektrophorese durchgefuhrt.
Dauer der Untersuchung
3 Wochen
Literatur
Yamada M, Neuropathology 30:453 (2010) / Yamada et al,
Neuropathology 26:346 (2006) / Wood et al, J Cell Biol
150:938 (2000) / Komure et al, Neurology 45:143 (1995) /
Nagafuchi et al, Nat Genet 6:14 (1994) / Naito et al, Neurology
32:798 (1982)
Diabetes insipidus renalis (NDI) [N25.1]
OMIM-Nummer: 304800, 300538 (AVPR2)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Beim nephrogenen Diabetes insipidus (NDI) kann
durch das Nichtansprechen der Nierentubuli auf antidiuretisches Hormon (ADH) der Urin nicht konzentriert werden. Symptome sind Polyurie, Polydipsie,
Fieber, Obstipation und akute hypernatriämische
Dehydratation nach der Geburt, die zu neurologischen Störungen führen kann. Das tägliche UrinVolumen kann bei nichtbehandelten Kindern 10 Liter
überschreiten. Die zu geringe Osmolarität des Urins
lässt sich durch Gabe von ADH nicht korrigieren. Die
Prävalenz bei Neugeborenen wird mit 8,8:1.000.000
Knaben angegeben. Neben ausreichender Wasserzufuhr wird eine salz-, kalium- und eiweißarme Diät
empfohlen, sowie die Gabe von Thiazid-Diuretika
zusammen mit anti-inflammatorischen, nicht-steroidalen Medikamenten wie Amilorid und/oder
Indometacin.
NDI wird in 90% der Fälle X-chromosomal vererbt.
Ursache sind Mutationen im AVPR2-Gen auf Xq28, das
für den Vasopressin V2-Rezeptor von ADH codiert.
Über AVPR2 steigert ADH die Wasserpermeabilität
der basolateralen Membran der renalen Tubuluszellen. Bisher sind über 200 Mutationen in allen 3
codierenden Exons und der 3’-untranslatierten Region
des AVPR2-Gens beschrieben. Die X-chromosomale
Form manifestiert sich klinisch nur im männlichen
Geschlecht, einige heterozygote Überträgerinnen
haben aber wegen der variablen X-Inaktivierung mild
ausgeprägte Symptome des NDI. Mittels Sequenzanalyse des AVPR2-Gens werden 95% aller
Mutationen bei X-chromosomalem NDI erfasst. In
10% der Patienten liegt eine Mutation im AQP2-Gen
vor, das für Aquaporin-2 codiert, einen Vasopressin-
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
sensitiven Wasserkanal der Nierentubuli. APQ2Mutationen können sowohl autosomal-rezessiv (9%)
als auch autosomal-dominant (1%) vererbt werden.
Indikation
V.a. und DD nephrogener Diabetes insipidus, Polyurie,
Polydipsie, hypernatriämische Dehydratation
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Diabetes insipidus renalis
(ICD-10 Code: [N25.1]
Auftrag: Mutationssuche AVPR2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 3 codierenden
Exons sowie die 3’-untranslatierte Region des AVPR2Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer
3 Wochen
Literatur
Spanakis et al, J Cell Physiol 217:605 (2008) / Fujiwara et
Bichet, J Am Soc Nephrol 16: 2836 (2005) / Mizuno et al, Horm
Res 59: 297 (2003) / Arthus et al, J Am Soc Nephrol 11:1044
(2000) / Pan et al, Nat Genet 2: 103 (1992)
DPD-Defizienz, hereditäre (hereditäre ThyminUracilurie) [79.9]
OMIM-Nummer: 274270, 612779 (DP[Y]D)
Dipl. - Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Eine genetisch bedingte DPD-Defizienz führt zu
Störungen des Pyrimidin-Stoffwechsels. Patienten mit
zwei Mutationen in beiden Allelen des DPD-Gens in
kombiniert heterozygoter oder homozygoter Form
weisen häufig Entwicklungsstörungen, Krampfanfälle,
Minderwuchs, Mikrozephalie, Dysmorphien und
autistische Verhaltensweisen auf. Die Ausprägung der
Symptome bei den in der Literatur beschriebenen
Patienten variiert stark, so dass eine eindeutige
Genotyp-Phänotyp-Korrelation bisher nicht gezeigt
werden konnte. Auch der dem Syndrom zugrundeliegende Pathomechanismus ist bis heute nicht eindeutig geklärt. Die Thymin-Uracilurie weist labordiagnostisch speziell auf eine DPD-Defizienz hin.
Bei Patienten mit diesem Krankheitsbild ist eine
Chemotherapie mit 5-Fluorouracil (5-FU) und dessen
Prodrugs kontraindiziiert (s. Kapitel 5-FU-Therapie).
Indikation
V.a. DPD-Defizienz
Anforderung
Stufe I: Mutationssuche DPD-Gen in den häufig
betroffenen Exons, humangenetisches Gutachten
Stufe II: vollständige Analyse der restlichen Exons des
DPD-Gens (in Etablierung)
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle codierenden
Abschnitte des DPD-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: ca. 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen (in Etablierung)
Literatur
Al-Sanna'a et al, J Inherit Metab Dis. 28:793 (2005) / Albin, et
al, Proc. Am. Assoc. Cancer Res 36: 211 (1995) / Berger et al,
Clin. Chim. Acta 141: 227 (1984)
Dravet-Syndrom (frühkindliche Grand-malEpilepsie) [G40.3]
OMIM-Nummer: 607208, 182389 (SCN1A), 300460
(PCDH19), 182390 (SCN2A), 600235 (SCN1B), 137164
(GABRG2)
Dr. rer. nat Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Beim Dravet-Syndrom, auch bezeichnet als schwere
myoklonische Epilepsie des frühen Kindesalters
(SMEI) kommt es typischerweise bei einem zunächst
gesunden Kind im 1. Lebensjahr zu Krampfanfällen bei
Fieber, z.B. auch nach Impfungen. Die Anfälle treten
mit und ohne Fieber auf, sind klonisch, tonischklonisch, generalisiert, dauern meist ungewöhnlich
lange und können in einen Status epilepticus münden.
Nach dem ersten Lebensjahr werden myoklonische
Anfälle, atypische Absencen und Partialanfälle beobachtet. Anfangs sind EEG und kraniale Kernspintomographie oft unauffällig. Die psychomotorische
Entwicklung der Patienten verläuft in den meisten
Fällen verzögert, es werden auch Verhaltensauffälligkeiten wie z.B. Hyperaktivität oder auch seltener
autistische Verhaltensweisen gefunden. Die Diagnose
wird oftmals erst nach mehrjährigem Krankheits-
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
verlauf gestellt. Neben der typisch verlaufenden SMEI
wird auch eine borderline Form (SMEB) ohne
Myoklonien beschrieben. Die Häufigkeit liegt bei
1:40.000 Neugeborenen.
Alle Anfallsarten sind pharmakoresistent. Bewährt
haben sich v.a. Valproinsäure und Topiramat.
Bestimmte Medikamente wie z.B. Phenytoin können
die Symptomatik auch verschlechtern. Dabei handelt
es sich um Stoffgruppen, die auf zelluläre
Natriumkanäle wirken.
Die häufigste genetische Ursache beim DravetSyndrom sind Mutationen im SCN1A-Gen, das für die
α1-Untereinheit eines neuronalen Natriumkanals
codiert. SCN1A-Mutationen wurden bei bis zu 80% der
Patienten mit der schweren myoklonischen Epilepsie
des frühen Kindesalters (SMEI) identifiziert. Die meisten der bisher funktionell untersuchten SCN1AMutationen, die für SMEI verantwortlich sind, sind
translationale Stopmutationen, die entweder zur
Haploinsuffizienz oder zur Inaktivierung und zum
Funktionsverlust des Natriumkanals führen. Aminosäureaustausche im SCN1A-Gen können sowohl die
Ursache der SMEI als auch der generalisierten
Epilepsie mit Fieberkrämpfen Plus (GEFS+) sein, wobei
Missense-Mutationen in der Porenregion des Natriumkanals häufiger mit der schwer verlaufenden SMEI
assoziiert sind.
Chromosomale Deletionen innerhalb der Region
2q24, die das gesamte SCN1A-Gen beinhalten, sind in
1,5-6% der Patienten beschrieben. Genomische
Deletionen, die ein oder mehrere Exons betreffen,
machen bis zu 7% aller Mutationen des SCN1A-Gens
aus.
Mutationen im Gen für Protocadherin 19 (PCDH19 auf
Chromosom Xq22) wurden bei weiblichen Patienten
mit X-gebundener Epilepsie mit geistiger Behinderung
beschrieben. Klinische Ähnlichkeiten zum DravetSyndrom beinhalten die frühe Manifestation von
Fieber-gebundenen, Fieber-unabhängigen und hemiklonischen Anfällen. Die Häufigkeit von PCDH19Mutationen bei Dravet-Syndrom wird auf 5%
geschätzt.
Mutationen in zwei weiteren Genen für neuronale
spannungsabhängige Natriumkanäle (SCN1B und
SCN2A) sowie in den Genen für die γ2-Untereinheit
und die δ-Untereinheit des GABA-Rezeptors (GABRG2
und GABRD) wurden bei SMEI bisher in Einzelfällen
identifiziert.
Indikation
V.a. und DD Dravet-Syndrom
140
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Dravet-Syndrom (frühkindliche Grandmal-Epilepsie)
(ICD-10 Code: [G40.3])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche SCN1A-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik SCN1A-Gen
und/oder
Stufe III: Mutationssuche PCDH19-Gen
und/oder
Stufe IV: Deletionsdiagnostik PCDH19-Gen
und/oder
Stufe V: Mutationssuche SCN2A-Gen, SCN1B-Gen
und GABRG2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
Stufe I - IV: 1 ml EDTA-Blut oder
Wangenschleimhauttupferabstrich
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 26 Exons
des SCN1A-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse aller 26 Exons des SCN1A-Gens auf das
Vorhandensein von Deletionen oder Duplikationen
mittels MLPA durchgeführt.
Stufe III: Aus genomischer DNA werden alle 6 codierenden Exons des PCDH19-Gens sequenziert.
Stufe IV: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse von 5 der 6 Exons inkl. der 5‘ und 3‘ UTR des
PCDH19-Gens sowie der flankierenden Regionen von
85 kb bzw. 846 kb auf Chromosom Xq22 mittels MLPA
durchgeführt.
Stufe V: Aus genomischer DNA werden alle 26 codierenden Exons des SCN2A-Gens, alle 5 codierenden
Exons des SCN1B-Gens sowie alle 10 Exons des
GABRG2-Gens sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Stufe III: weitere 2 Wochen
Stufe IV: weitere 2 Wochen
Stufe V: weitere 4 Wochen
Literatur
Wang et al, Epilepsy Res 102:195 (2012) / Marini et al,
Epilepsia 52 Suppl 2:24 (2011) / Dravet, Epilepsia 52 Suppl 2:3
(2011) / Depienne et al, PLoS Genet 5:e1000381 (2009) /
Depienne et al, J Med Genet 46 :183 (2009) / Wang et al,
Epilepsia 49 :1528 (2008) / Harkin et al, Brain 130 :843 (2007)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
/ Caraballo et al, Epilepsy Res 70S :S231 (2006) / Mulley et al,
Neurology 67:1094 (2006) / Jansen et al, Neurology 67:2224
(2006) / Suls et al, Hum Mutat 27:914 (2006) / Kamia et al, J
Neurosci 24 :2690 (2004) / Claes et al, Am. J. Hum. Genet.
68:1327 (2001) / Dravet, Vie Med 8:543 (1978)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
OMIM-Nummer: 107741 (APOE)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Dysbetalipoproteinämie (Typ IIIHyperlipidämie) [E78.2]
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die familiäre Dysbetalipoproteinämie (Typ IIIHyperlipidämie nach Fredrickson, autosomal-rezessiv,
Häufigkeit ca. 1:2.000) geht auf eine Störung des
Metabolismus von Chylomikronen und VLDLRemnants zurück, deren Aufnahme in die Leber durch
Apolipoprotein E (Apo E) vermittelt wird. Remnants
sind Abbauprodukte des plasmatischen LipoproteinStoffwechsels und gehören zu den atherogensten
Lipidpartikeln. Die betroffenen Patienten haben daher
ein sehr hohes Gefäßrisiko (arterielle Verschlusskrankheit, KHK, Schlaganfall). Häufig finden sich kutane oder tuberöse Xanthome, pathognomisch sind
Handlinien-Xanthome. Biochemisch findet man eine
erhöhte Serumkonzentration von β-VLDL bei gleichzeitiger Erhöhung von Triglyceriden und Gesamtcholesterin. Die Therapie der Wahl ist die Diät. Neuere
Studien haben allerdings gezeigt, dass auch der
Einsatz von HMG-CoA-Reduktase-Hemmern gute
Ergebnisse bringt.
Die molekularen Mechanismen der Typ III-Hyperlipidämie sind noch nicht eindeutig geklärt.
Voraussetzung scheint Homozygotie für das E2-Allel
von Apolipoprotein E zu sein. Zwei Polymorphismen
im APOE-Gen führen zu den Aminosäureaustauschen
Cys112Arg (rs429358) und Arg158Cys (rs7412),
wodurch die drei Isoformen ApoE2, ApoE3 und ApoE4
entstehen (Allelfrequenz: E2: 11%, E3: 72% und E4:
17%). ApoE2 weist verminderte LDL-Rezeptorbindungseigenschaften auf, wodurch es zu einer Anreicherung
von Remnants und infolge dessen zu einem Anstieg
des Gesamtcholesterins sowie der Triglyceride
kommt. Jedoch entwickeln nur etwa 4% der
Individuen, die homozygot für APOE2 sind, eine Typ
III-Hyperlipidämie. Hierzu sind sekundäre Faktoren
wie Hypothyreose, Östrogenmangel, Adipositas,
Alkoholkonsum oder Diabetes notwendig. Aktuelle
Untersuchungen deuten auf eine potentielle Rolle von
Varianten des Apolipoprotein A-V-Gens (z.B. -1131T>G) als Modifier hin.
Indikation
V.a. und DD Typ III-Hyperlipidämie (gleichzeitige
Erhöhung von Triglyceriden, Gesamtcholesterin und
VLDL-Cholesterin), Abschätzung des Gefäßrisikos,
Optimierung der therapeutischen Strategie
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Typ III-Hyperlipidämie (ICD-10-Code:
[E78.2])
Auftrag: APOE-2/3/4 Genotypisierung
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird ein Abschnitt des APOEGens amplifiziert. Der Nachweis der Genotypen
erfolgt durch Sonden-Hybridisierung und Schmelzkurvenanalyse (Lightcycler-Assay).
Dauer der Untersuchung
5 Tage
Literatur
Fung et al, BMJ Case Rep 9 (2011) / Ward et al, Arch Intern
Med 169:1424 (2009) / Martin-Campos et al, Clin Chem
52:1974 (2006) / Evans, Clin Genet 68:369 (2005) / Smelt et
de Beer, Semin Vasc Med 4:249 (2004) / van Dam et al, Heart
88:234 (2002) / Mahley et Rall Jr in Scriver et al (eds): The
Metabolic and Molecular Bases of Inherited Disease, 8th Ed,
Chapter 119 (2001) /Wilson et al, Science 252:1817 (1991)
Dünne Basalmembran Nephropathie (TBMN)
OMIM-Nummer: 141200, 120070 (COL4A3), 120131
(COL4A4)
Dr. med. Julia Höfele
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die TBMN, häufig auch als benigne familiäre
Hämaturie bezeichnet, wird bei ca. 1% der
Bevölkerung beobachtet und ist gekennzeichnet
durch persistierende glomeruläre Hämaturie und
minimale Proteinurie bei normaler Nierenfunktion.
TBMN wird autosomal-dominant vererbt, kausative
heterozygote Mutationen konnten in den Genen
COL4A3 und COL4A4 nachgewiesen werden. Das
Alport-Syndrom (ATS), welches durch glomeruläre
Hämaturie und progressive Proteinurie gekennzeichnet ist und zu terminalem Nierenversagen führt, wird
ebenfalls durch Mutationen in den Genen COL4A3
und COL4A4 (autosomal-rezessiver und autosomaldominanter Erbgang) sowie COL4A5 (X-chromosomaler Erbgang) hervorgerufen. ATS kann zusätzlich mit
extrarenalen Veränderungen wie z.B. InnenohrSchwerhörigkeit und Augenveränderungen (Lenticonus
anterior) assoziiert sein. Da für TBMN und die autosomalen Formen des ATS Mutationen in COL4A3 und
COL4A4 identifiziert wurden, werden Patienten mit
TBMN als Carrier für das autosomal-rezessive ATS
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
angesehen. Bisher sind nur wenige Mutationen
bekannt, die für TBMN oder autosomales ATS verantwortlich sind. Aus diesem Grund nimmt die Nierenbiopsie weiterhin zur Unterscheidung der beiden
Entitäten einen hohen Stellenwert ein, obwohl im
Anfangsstadium des ATS eine histologische Unterscheidung zur TBMN häufig noch nicht möglich ist.
Kinder, deren Eltern beide unter TBMN leiden und
jeweils eine heterozygote Mutation in COL4A3 oder
COL4A4 tragen, können mit einer Wahrscheinlichkeit
von 25% beide Mutationen erben und deswegen ein
Alport-Syndrom entwickeln. Aus diesem Grund kann
bei Vorliegen einer TBMN von einer Heterozygotie für
die autosomal-rezessive Form eines Alport-Syndroms
ausgegangen werden.
Indikation
V.a. Dünne Basalmembran-Nephropathie (TBMN)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Dünne Basalmembran Nephropathie,
TBMN (ICD-10-Code: [N02.9])
Auftrag: Mutationsanalyse im COL4A3-Gen und
COL4A4-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2-3 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons
der Gene COL4A3 und COL4A4 einschließlich
Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
2-3 Wochen
Literatur
Hou et al, Am J Nephrol 27:538 (2007) / Hudson et al, N Engl
J Med 348:2543 (2003)
142
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Ehlers-Danlos-Syndrom (EDS) - Übersicht
[Q79.6]
OMIM-Nummer: 130000 (Typ I), 130010 (Typ II),
130020 (Typ III), 130050 (Typ IV), 130060 (Typ VIIA/B),
225400 (Typ VIA), 601776, 614557 (Typ VIB), 606408,
225410 (Typ VIIC)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Unter EDS wird eine klinisch und genetisch heterogene
Gruppe von Erkrankungen des Bindegewebes zusammengefasst, die auf verschiedene molekulare Defekte
des Kollagenstoffwechsels zurückzuführen ist. Auf
der Grundlage von klinischen, biochemischen und
molekulargenetischen Daten sowie dem Vererbungsmodus (autosomal-dominant, -rezessiv oder X-chromosomal) kann EDS in 13 Subtypen differenziert werden. Nach der vereinfachten Villefranche-Klassifikation
werden diese in 6 Haupttypen unterteilt. Zu den Hauptmanifestationen zählen Hyperelastizität der Haut,
Gewebebrüchigkeit, Überstreckbarkeit der Gelenke
und eine unterschiedliche Beteiligung von Skelett-,
Kardiovaskular-, und Gastrointestinal-System sowie
Lunge und Augen. Obwohl die geschätzte Häufigkeit
in Abhängigkeit von der Symptomausprägung zwischen 1 : 5.000 - 150.000 liegt, scheint EDS die häufigste vererbte Erkrankung des Bindegewebes zu sein.
Biosynthese der Kollagenfibrillen in der Haut, die bei den unterschiedlichen EDS-Subtypen auf folgenden Stufen gestört ist:
a) Synthese, Stabilität: Haploinsuffizienz von mutierter COL5A1 mRNA, die zur verminderten Synthese von α1-Prokollagen(V)
führt, ist die Ursache in 40-50% der klassischen EDS-Fälle Typ I und II.
b) Hydroxylierung von Lysin und Prolin in den Prokollagenketten: Fehlende Hydroxylierung infolge einer Lysyl-HydroxylaseDefizienz ist die Ursache des Kyphoskoliose-Typs VIA.
c) Prozessierung und Sekretion: Mutationen in COL3A1, die die tripelhelikale Domäne der Prokollagen-α-Ketten betreffen, verhindern das normale Processing im rauhen Endoplasmatischen Retikulum (RER) und die nachfolgende Sekretion der
Homotrimere. Sie sind die Ursache des vaskulären Typs IV.
d) Abspaltung N-terminaler Propeptide in der extrazellulären Matrix (EZM): Dominante Mutationen in COL1A1 und COL1A2,
die die Erkennungssequenz zur Abspaltung der N-terminalen Propeptide in der extrazellulären Matrix verhindern, sind die
Ursache der EDS- Typen VIIA und VIIB (Arthrochalasis-Typ) Rezessive Mutationen im Gen für die Prokollagen-N-Peptidase führen zum EDS Typ VIIC (Dermatosparaxis-Typ).
e) Fibrillen-Bildung: Dominant-negative Mutationen in COL5A1 und COL5A2 können die Zusammenlagerung der KollagenMoleküle zu heterotopen Fibrillen verhindern, und bedingen einen Teil der klassischen EDS-Fälle Typ I und II.
f) Interaktion mit extrazellulären Matrix-Proteinen: ist die gewebespezifische Anordnung der Kollagen-fibrillen und die
Interaktion mit extrazellulären Matrix-Proteinen wie z.B. TenascinX gestört, kann ebenfalls ein EDS-Phänotyp (hypermobiler Typ
III) resultieren.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Indikation
V.a. und DD Ehlers-Danlos-Syndrom, s. auch folgende
Seiten
Anforderung
In Abhängigkeit vom Phänotyp
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Literatur
Mayer in eLS 2012, John Wiley & Sons Ltd: Chichester
(November 2012) http://www.els.net/ [DOI: 10.1002/
9780470015902.a0024295] (2012) / Mayer et al, Eur J Hum
Genet Aug 15. doi:10.1038/ejhg.2012.162 (2012) / dePaepe
and Malfait, Clin Genet 82:1 (2012) / Mayer in Luttkus (ed):
Das Ehlers-Danlos-Syndrom, Kap. 3 (2011) / Callewaert et al,
Best Pract Res Clin Rheumatol 22:165 (2008) / Mayer et
Marschall, J Lab Med 29:162 (2005) / Steinmann et al in Royce
and Steinmann (eds): Connective Tissue and its Heritable
Disorders, 2nd Ed, Ch 9 (2002) / Beighton et al, Am J Med
Genet 77:31 (1998)
Ehlers-Danlos-Syndrom Arthrochalasis Typ
(EDS Typ VIIA und VIIB) [Q79.6]
OMIM-Nummer: 130060, 120150 (COL1A1), 120160
(COL1A2)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Der sehr seltene EDS Typ VIIA/B (Arthrochalasis) wird
autosomal-dominant vererbt. Charakteristisch sind
eine extreme, generalisierte Überstreckbarkeit der
Gelenke, verbunden mit Gelenksubluxationen sowie
eine angeborene, beidseitige Hüftluxation. Ursache
sind Mutationen in den Kollagen-Genen COL1A1 und
COL1A2, die für die α1- und α2-Ketten des in der Haut
und im Knochen vorherrschenden Typ I-Kollagens
codieren.
Fast alle der bisher beschriebenen Mutationen betreffen jeweils Exon 6 des COL1A1-Gens (EDS Typ VIIA)
bzw. des COL1A2-Gens (EDS Typ VIIB). Dies sind vor
allem Spleißmutationen, aber auch genomische
Deletionen, wodurch in jedem Fall die Erkennungsstelle für die Abspaltung der N-terminalen Propeptide
in den α-Ketten des Typ I-Prokollagens eliminiert wird.
Unvollständig prozessierte Prokollagen-Ketten können auch biochemisch und elektronenmikroskopisch
durch eine charakteristische Ultrastruktur nachgewiesen werden. Bisher wurden nur einzelne Mutationen
außerhalb dieser definierten Regionen bei EDS Typ
VIIA/B beschrieben, wobei die betroffenen Patienten
daneben auch Symptome einer Osteogenesis imperfecta aufwiesen. Am häufigsten sind Mutationen im
COL1A2-Gen, die dann mit einer kongenitalen
Hüftluxation und anderen Gelenkinstabilitäten assozi-
144
iert sind. Seltener ist eine Mutation in COL1A1 die
Ursache für EDS Typ VII. Da jeweils zwei a1-Ketten und
eine a2-Kette ein Heterotrimer ausbilden, ist durch
COL1A1-Mutationen bei EDS Typ VIIA ein schwererer
Phänotyp als bei EDS Typ VIIB zu erwarten.
Indikation
V.a. und DD EDS Typ VII A oder VIIB
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Ehlers-Danlos-Syndrom Arthrochalasis
Typ (EDS Typ VIIA und VIIB) (ICD-10 Code: [Q79.6])
Auftrag:
Stufe I: Sequenzierung COL1A1/COL1A2-Gen, Exon 6
und/oder
Stufe II: Komplettsequenzierung COL1A1/COL1A2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird jeweils Exon 6 des
COL1A1- bzw. COL1A2-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert (Sensitivität ca. 90%).
Stufe II: Bei unauffälligem Ergebnis kann die Untersuchung auf die Komplettsequenzierung beider Gene
ausgedehnt werden (Sensitivität >90%).
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 6 Wochen
Literatur
Giunta et al, Am J Med Genet 146A.1341 (2008) / Lund et al,
Clin Genet 73:97 (2008) / Cabral et al, J Biol Chem 280:19259
(2005) / Malfait et De Paepe, Am J Med Genet 139C:17 (2005)
/ Nicholls et al, J Med Genet 37:E33 (2000) / Byers et al, Am J
Med Genet 72: 94 (1997)
Ehlers-Danlos-Syndrom Dermatosparaxis Typ
(EDS Typ VIIC) [Q79.6]
OMIM-Nummer: 225410, 604539 (ADAMTS2)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Der sehr seltene, autosomal-rezessiv vererbte
Dermatosparaxis EDS Typ (EDS Typ VIIC) ist durch
eine extrem verletzliche, schlaffe Haut charakterisiert,
die besonders im Gesicht überschüssig erscheint und
an Cutis laxa erinnert. Weitere Symptome sind
Hämatomneigung, vorzeitige Ruptur fetaler Membranen, Fragilität innerer Organe, große Nabel- und
Leistenhernien sowie Kleinwuchs und kurze Finger.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Die molekulare Ursache ist eine Prokollagen I-NProteinase Defizienz, die bei der Reifung der pro-α1
(I) und pro-α2 (I) Kollagenketten zum Einbau der
unreifen pNa1(I) und pNa2(I) Pro-Kollagenketten in
die Kollagenfibrillen führt. Der Aufbau der Kollagenfibrillen wird dadurch derart gestört, dass im
Querschnitt der Dermis in der Elektronenmikroskopie
pathognomonische hieroglyphenartige Strukturen
erkennbar sind.
Das ADAMTS2-Gen codiert für die Prokollagen I-NProteinase, eine Zink-Metalloproteinase der ADAMTS
Familie, welche die Aminopropeptide der Typ I, Typ II
und Typ III Prokollagene abspalten. ADAMTS (A
Disintegrin-like And Metalloproteinase with
ThromboSpondin type 1 motif) sind Anker-Proteine
der extrazellulären Matrix (EZM). Bisher sind erst
sechs verschiedene, inaktivierende ADAMTS2Mutationen beschrieben, die meistens homozygot
und seltener kombiniert heterozygot vorliegen.
Darunter sind drei genomische Deletionen, die ein bis
drei Exons umfassen.
Indikation
V.a. und DD EDS Typ VIIC
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Ehlers-Danlos-Syndrom Dermatosparaxis
Typ (EDS Typ VIIC) (ICD-10 Code: [Q79.6])
Auftrag: Sequenzierung ADAMTS2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 22 Exons des
ADAMTS2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
4 Wochen
Literatur
Le Goff et al, Hum Mol Genet 20:R163 (2011) / Malfait et al, Am
J Med Genet 131A:18 (2004) / Colige et al, J Invest Dermatol
123:656 (2004) / Colige et al, Am J Hum Genet 65:308 (1999)
Ehlers-Danlos-Syndrom hypermobiler Typ
(EDS Typ III) [Q79.6]
OMIM-Nummer: 130020, 600985 (TNXB)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Der hypermobile EDS Typ III stellt mit einer geschätzten Prävalenz von 1:5.000-1:20.000 den häufigsten
EDS-Typ dar. Im Gegensatz zu den anderen
Haupttypen des EDS wird die klinische Symptomatik
als am wenigsten schwerwiegend beschrieben. Die
Vererbung ist autosomal-dominant mit kompletter
Penetranz, wobei die klinische Expressivität extrem
variabel sein kann, weshalb der hypermobile EDS-Typ
wesentlich häufiger und damit auch häufiger als der
klassische Typ zu sein scheint. Ein wesentliches klinisches Hauptkriterium ist die Überstreckbarkeit der
Gelenke, die nach Beighton (1973) in eine NeunPunkte-Skala eingeteilt werden kann, wobei mindestens fünf Punkte vorliegen sollten. Die Haut ist wie
beim klassischen EDS-Typ weich, aber im Gegensatz
dazu nicht oder nur wenig überdehnbar. Ebenso fehlen die bei den klassischen bzw. vaskulären EDS-Typen
charakteristischen Zeichen wie die Haut- oder
Gewebeverletzlichkeit und die Beteiligung des
Gefäßsystems. Eine positive Familienanamnese und
gastrointestinale oder kardiovaskuläre Komplikationen
können als Nebenkriterien allenfalls die klinische
Diagnose unterstützen. Für viele Patienten stellt die
häufig beschriebene Schmerzsymptomatik ein besonderes Problem dar.
Die biochemische und molekulare Ätiologie des EDS
Typ III ist in den meisten Fällen unklar. Bei einigen
Patienten wurden heterozygote Frameshift-Mutationen oder genomische Deletionen im TNXB-Gen
identifiziert. Das Genprodukt Tenascin-X ist ein
Glykoprotein, das in der extrazellulären Matrix von
Haut, Sehnen, Muskeln und Blutgefäßen synthetisiert
wird. Patienten mit translationalen Stopmutationen
weisen reduzierte Spiegel von Tenascin-X im Serum
auf, so dass hier von einer Haploinsuffizienz für
Tenascin-X ausgegangen wird. Heterozygote
Missense-Mutationen wurden ebenfalls bei einigen
Patienten mit hypermobilem EDS nachgewiesen,
wobei diese Patienten normale Tenascin-X-Spiegel im
Serum aufwiesen, aber Veränderungen in der
Morphologie der elastischen Fasern zeigten.
Homozygote oder kombiniert heterozygote Mutationen im TNXB-Gen wurden ursprünglich bei einem
rezessiv vererbten EDS-Typ identifiziert, wobei bei
diesen Patienten kein Tenascin-X im Serum mehr
nachweisbar ist. Der Phänotyp der Patienten mit
heterozygoten TNXB-Mutationen ähnelt dem rezessiv
vererbten EDS-Typ. Während bei Patienten mit
Tenascin-X-Defizienz überdehnbare Haut, überstreckbare Gelenke und Hämatomneigung charakteristisch
sind, weisen Patienten mit heterozygoten TNXBMutationen überwiegend nur eine Hypermobilität der
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Gelenke auf. TNXB ist bisher das einzige bekannte, bei
EDS Typ III veränderte Gen. Die klinische Konsequenz
von TNXB-Mutationen ist eine veränderte Morphologie der elastischen Fasern der Haut und eine reduzierte Kollagendichte ohne Auffälligkeiten der
Kollagenfibrillen-Struktur.
Der biochemische Nachweis reduzierter Tenascin-XSpiegel im Serum kann die klinische Diagnose unterstützen.
Indikation
V.a. und DD EDS Typ III
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Ehlers-Danlos-Syndrom hypermobiler Typ
(EDS Typ III) (ICD-10 Code: [Q79.6])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche TNXB-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik TNXB-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 45 Exons des
TNXB-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des TNXB-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
De Wandele et al, Res Dev Disabil 34:873 (2013) / Castori et
al, Am J Med Genet 152A:556 (2010) / Hermanns-Le et al, Am
J Dermatopathol 29:370 (2007) / Zweers et al, Clin Genet
67:330 (2005) / Bristow et al., Am J Med Genet 139C:24
(2005) / Zweers et al., Am J Hum Genet 73:214 (2003) /
Schalkwijk et al., N Engl J Med 345:1167 (2001) / Beighton et
al, Ann Rheum Dis 32:413 (1973)
Ehlers-Danlos-Syndrom klassischer Typ (EDS
Typ I und II) [Q79.6]
OMIM-Nummer: 130000, 120215 (COL5A1), 130010,
120190 (COL5A2)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
EDS Typ I/II (klassischer Typ) wird autosomal-dominant vererbt. Mit einer Häufigkeit von 1:20.000 ist er
der zweithäufigste EDS-Typ. EDS Typ I gravis und EDS
Typ II mitis unterscheiden sich nur durch den
Schweregrad. Klinische Hauptkriterien sind hyperelastische Haut, atrophe Narbenbildung (Zigarettenpapiernarben) als Folge der Gewebeverletzlichkeit
und überstreckbare Gelenke. Nebenkriterien sind
weiche, samtige Haut, molluscoide Pseudotumore,
subkutane Spheroide sowie Komplikationen des
Bewegungsapparats durch die Überbeweglichkeit und
bei Operationen aufgrund der Gewebebrüchigkeit.
Beim EDS Typ I gravis finden sich generalisierte Hautund Skelettmanifestationen, es besteht die Gefahr der
Ruptur innerer Organe. Beim EDS Typ II mitis ist die
Überstreckbarkeit der Gelenke häufig nur auf die
Extremitäten beschränkt, die Hautmanifestationen
sind oft nur leicht ausgeprägt.
Die bisher bekannte genetische Ursache für EDS Typ I
und II sind Mutationen im COL5A1- und COL5A2-Gen,
die für die α1- und α2-Kette des Typ V-Kollagens codieren. Jeweils zwei α1-Ketten und eine α2-Kette bilden
Typ V-Kollagen-Heterotrimere, die bei der Biosynthese
der Kollagenfibrillen eine wichtige Rolle spielen. Bei
etwa 40% der Patienten mit EDS Typ I und II ist die
molekulare Ursache eine Mutation im COL5A1-Gen,
bei etwa 8% der Patienten werden Mutationen im
COL5A2-Gen identifiziert. Bei Patienten, bei denen alle
Hauptkriterien gemäß der Villefranche Nosologie
erfüllt sind, konnten in mehr als 90% COL5A1- und
COL5A2-Mutationen nachgewiesen werden. In
Einzelfällen wurden auch Mutationen im COL1A1-Gen
beschrieben, wobei die meisten dieser Patienten
zusätzlich Symptome einer Osteogenesis imperfecta
aufwiesen. Der Großteil aller COL5A1- und COL5A2Mutationen sind translationale Stopmutationen, die zu
einem Null-Allel führen, etwa 30% aller COL5A1Mutationen und 40% aller COL5A2-Mutationen sind
strukturelle Mutationen, bei denen Glycin in der
Tripel-Helix betroffen ist. Genomische Deletionen sind
im COL5A1- und COL5A2-Gen bisher nicht beschrieben, es wurde erst eine genomische Duplikation im
COL5A1-Gen identifiziert. Der elektronenmikroskopische Nachweis abnormer Kollagenfibrillenstruktur
kann die klinische Diagnose unterstützen.
Indikation
V.a. und DD EDS Typ I bzw. Typ II
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Ehlers-Danlos Syndrom, klassischer Typ
(EDS Typ I/II) (ICD-10 Code: [Q79.6]
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche COL5A1-Gen, COL5A2-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik COL5A1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 66 Exons
des COL5A1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert. Bei negativem Ergebnis wird die Sequenzierung
des COL5A2-Gens angeschlossen.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des COL5A1-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 4-8 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Ritelli et al, Orphanet J Rare Dis 8:58 (2013) / Symoens et al,
Hum Mutat 33:1485 (2012) / Lehnen H et al, Z Geburtshilfe
Neonatol 215:83 (2011) / Malfait et al, Genet Med 12:597
(2010) / Mitchell et al, Hum Mutat 30:995 (2009) / Cabral et
al, Hum Mutat 28:396 (2007) / Malfait et De Paepe, Am J Med
Genet 139C:17 (2005) / Malfait et al, Hum Mutat 25:28 (2005)
/ Välkkilä et al, Matrix Biology 20:357 (2001) / De Paepe et al,
Am J Hum Genet 60:547 (1997) / Hausser et al, Hum Genet
93:394 (1994)
Ehlers-Danlos-Syndrom kyphoskoliotischer
Typ (EDS Typ VIA) [Q79.6]
OMIM-Nummer: 225400, 153454 (PLOD1)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
EDS Typ VI (kyphoskoliotischer Typ) folgt einem autosomal-rezessivem Erbgang. Die Inzidenz des sehr seltenen EDS-Typs unter Neugeborenen wird auf
1:100.000 geschätzt. Charakteristisch sind eine fragile,
überdehnbare Haut mit schlechter Wundheilung,
atropher Narbenbildung und Hämatomneigung, eine
generalisierte Überbeweglichkeit der Gelenke,
Muskelhypotonie bei Geburt, sowie eine früh beginnende und progressive Skoliose. Augenbeteiligung in
Form einer Mikrokornea ist häufig. Die Verletzlichkeit
der Lederhaut kann zur Ruptur des Augenbulbus nach
kleineren Traumata führen.
Bei einem Großteil der Patienten wird die Erkrankung
durch eine Mutation im Gen für das Enzym Lysylhydroxylase 1 (LH1) verursacht (EDS Typ VIA). LH ist
für die Hydroxylysin-abhängige Pyridinolin-Quervernetzung von Typ I und Typ III Kollagen verantwortlich,
das hauptsächlich im Skelett zu finden ist. Dies ist
wiederum Voraussetzung für die Quervernetzung der
Kollagenfibrillen, die ihnen Zugfestigkeit verleiht.
Unterhydroxylierte Kollagenfibrillen sind dadurch in
ihrer Stabilität schwer beeinträchtigt.
Lysylhydroxylase 1 (LH) wird vom Gen PLOD1
(Prokollagen-Lysin 2-Oxoglutarat 5-Dioxygenase 1) auf
Chromosom 1p36.3-36.2 codiert. Bisher ist es das einzige Gen, bei dem Mutationen zu LH1-Defizienz führen. Insgesamt sind mehr als 30 verschiedene PLOD1Mutationen bei Patienten mit EDS Typ VIA bekannt,
darunter ist eine 8,9 kb Duplikation von sieben Exons
mit einer Allelfrequenz von 19% besonders häufig.
Das Fehlen des Enzyms LH1 kann auch durch ein
erhöhtes Verhältnis der Quervernetzungen von LysylPyridinolin (LP) zu Hydroxylysyl-Pyrodinolin (HP) im
Urin nachgewiesen werden.
Ein klinisch nicht unterscheidbares Krankheitsbild bei
Patienten mit unauffälligem LP/HP-Quotienten im
Urin und normaler LH1-Aktivität ohne PLOD1Mutationen wird als EDS Typ VIB Subtyp bezeichnet.
EDS Typ VIB ist derzeit schlecht definiert. Sowohl die
EDS-Subtypen mit DST14-Defizienz, FKBP14-Defizienz,
EDS Sponylocheiro dysplastische Form (SCD-EDS) als
auch Brittle Cornea Syndrom Typ 1 (BCS1) können zu
dieser Gruppe gezählt werden.
Indikation
V.a. und DD EDS Typ VIA, erhöhtes Verhältnis von
Lysyl-Pyridinolin (LP) zu Hydroxylysyl-Pyrodinolin (HP)
im Urin. Differentialdiagnose zu floppy infant bei
schwerer Muskelhypotonie.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Ehlers-Danlos-Syndrom kyphoskoliotischer Typ (EDS Typ VIA) (ICD-10 Code: [Q79.6])
Auftrag
Stufe I: Mutationssuche PLOD1-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik PLOD1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 19 Exons
des PLOD1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des PLOD1-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Rohrbach et al, Orphanet J Rare Dis 6:46 (2011) / Yis et al,
Neuromuscul Disord 18: 210 (2008) / Giunta et al, Mol Genet
Metab 86: 269 (2005) / Yeowell et Walker, Mol Genet Metab
71: 212 (2000) / Hautala et al, Genomics 15: 399 (1993) /
Hyland et al, Nat Genet 2: 228 (1992)
Ehlers-Danlos-Syndrom kyphoskoliotischer
Typ (EDS Typ VIB) [Q79.6]
OMIM-Nummer: 601776, 608429 (CHST14), 614557,
614505 (FKBP14)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Der autosomal-rezessiv vererbte kyphoskoliotischer
Typ (EDS Typ VI) ist genetisch heterogen. Charakteristische klinische Symptome sind Kyphoskoliose,
Muskelhypotonie, überdehnbare dünne verletzliche
Haut, atrophe Narbenbildung, überbewegliche
Gelenke und variable Augenbeteiligung. Weiterhin
verschiedene
kraniofaziale
Auffälligkeiten,
Gelenkkontrakturen und runzelige Handflächen.
Bei einem Großteil der Patienten wird die Erkrankung
durch eine Mutation im PLOD1-Gen verursacht, das
für das Enzym Lysylhydroxylase 1 (LH) codiert (EDS
Typ VIA). Das Fehlen des Enzyms LH kann auch durch
ein erhöhtes Verhältnis der Quervernetzungen von
Lysyl-Pyridinolin (LP) zu Hydroxylysyl-Pyrodinolin (HP)
im Urin nachgewiesen werden.
Ein kleiner Teil der Patienten mit identischer Klinik hat
einen unauffällige LP/HP-Quotienten im Urin und
keine PLOD1-Mutation (EDS Typ VIB). Bei einem Teil
dieser Patientengruppe wurden homozygote oder
kombiniert heterozygote Mutationen im CHST14-Gen
(Carbohydrat Sulfotransferase 14) identifiziert, das für
Dermatan 4-O-Sulfotransferase 1 (D4ST1) codiert.
Der klinische Phänotyp dieser Patienten mit D4ST1Defizienz wird auch als EDS muskulokontraktureller
Typ bezeichnet. Bereits 2009 wurden CHST14Mutationen als Ursache der Daumen-adduzierten
Arthrogrypose, Typ Dündar mit Klumpfuß (ATCS)
beschrieben. Da es derzeit nicht klar ist, ob es sich tatsächlich um verschiedene klinische Entitäten handelt,
wurde die Bezeichnung D4ST1-defizientes EDS vorgeschlagen. Bisher sind in der Literatur erst acht Missense-
148
Mutationen und drei Frameshift-Mutationen im
CHST14-Gen beschrieben.
2012 wurde differentialdiagnostisch zu EDS Typ VIA
und D4ST1-defizientem EDS eine weitere autosomalrezessive EDS-Form mit unauffälligem LP/HPQuotienten beschrieben: EDSKMH. Hier ist neben
progressiver Kyphoskoliose, Muskelhypotonie,
Gelenküberbeweglichkeit, hyperelastischer Haut und
Myopathie besonders der sensineurale Hörverlust
charakteristisch. Ursache sind Mutationen im FKBP14Gen, das für das FK506-binding protein 14, einem
Mitglied der Peptidyl-Prolyl cis-trans Isomerasen
(PPIasen) codiert. Bisher sind erst zwei verschiedene
homozygote bzw. kombiniert heterozygote
Mutationen im FKBP14-Gen bei fünf Familien
beschrieben.
Indikation
V.a. und DD EDS Typ VIB, unauffälliger LP/HPQuotient im Urin
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Ehlers-Danlos-Syndrom kyphoskoliotischer
Typ (EDS Typ VIB) (ICD-10 Code: [Q79.6])
Auftrag
Stufe I: Mutationssuche CHST14-Gen
und/oder
Stufe II: Mutationssuche FKBP14-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird die gesamte codierende Region des CHST14-Gens einschließlich
Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 4 codierenden Exons des FKBP14-Gens einschließlich
Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Baumann et al, Am J Hum Genet 90:201 (2012) / Miyake et al,
Hum Mutat 31:966 (2010) / Malfait et al, Hum Mutat 31:1233
(2010) / Dündar et al, Am J Hum Genet 85:873 (2009)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Ehlers-Danlos-Syndrom (EDS) mit Tenascin-XDefizienz [Q79.6]
OMIM-Nummer: 606408, 600985 (TNXB)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Diese autosomal-rezessive vererbte, seltene Form
des Ehlers-Danlos-Syndroms zählt nicht zu den sechs
Haupttypen. Charakteristisch sind überdehnbare
Haut, überbewegliche Gelenke und Gewebeverletzlichkeit, sodass zwei Hauptkriterien für ein klassisches EDS erfüllt sind. Im Gegensatz zu Patienten mit
klassischem EDS tritt aber weder eine atrophe
Narbenbildung noch eine verzögerte Wundheilung
auf. Als zusätzliche Manifestationen können Komplikationen wie Divertikulitis, Rektalprolaps, Mitralklappenproplaps, sowie neuromuskuläre Beteiligung
mit Muskelschwäche, Hypotonie, Myalgie, leichte
Ermüdbarkeit und Parästhesien auftreten.
Das Krankheitsbild wurde anhand eines Patienten mit
Adrenogenitalem Syndrom und einer 21-HydroxylaseDefizienz genetisch aufgeklärt, der zusätzlich klinische
Symptome eines klassischen EDS aufwies. Die Ursache
war eine 30-kb-Deletion auf Chromosom 6p21.3, die
sowohl das CYP21B-Gen als auch das teilweise überlappende TNXB-Gen beinhaltete und somit ein
Contiguous Gene Syndrome darstellte. Ursache für ein
EDS mit Tenascin-X-Defizienz sind homozygote oder
kombiniert heterozygote Mutationen im TNXB-Gen,
die zu einem kompletten Fehlen des Genprodukts
Tenascin-X auf RNA- und Proteinebene führen. Bei
den Patienten ist kein Tenascin-X im Serum mehr
nachweisbar. Tenascin-X ist ein Glykoprotein, das in
der extrazellulären Matrix von Haut, Sehnen, Muskeln
und Blutgefäßen synthetisiert und ins Serum sekretiert wird. Bisher sind erst sechs verschiedene
Mutationen im TNXB-Gen beschrieben. Einige
Patienten mit Tenascin-X-Defizienz weisen myopathische Symptome auf, die charakteristisch für eine
Bethlem Myopathie oder eine Ullrich Muskeldystrophie sind. Das Fehlen von Tenascin-X im Serum
bewirkt eine verminderte Expression von Typ VIKollagen.
Der fehlende Nachweis von Tenascin-X im Serum
unterstützt die klinische Diagnose.
Indikation
V.a. und DD EDS mit Tenascin-X-Defizienz
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Ehlers-Danlos-Syndrom mit Tenascin-XDefizienz
(ICD-10 Code: [Q79.6])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche TNXB-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik TNXB-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 45 Exons
des TNXB-Gens einschließlich der Exon/IntronSpleißstellen amplifiziert und sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse von 17 TNXB-spezifischen Genabschnitten auf
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
O’Connell et al, Br J Dermatol 163:1340 (2010) / Voermans et
al, Am J Med Genet 143A:2215 (2007) / Lindor et al, Am J Med
Genet 135A:75 (2005) / Schalkwijk et al., N Engl J Med
345:1167 (2001) / Burch et al, Nat Genet 17:104 (1997)
Ehlers-Danlos-Syndrom vaskulärer Typ (EDS
Typ IV) [Q79.6]
OMIM-Nummer: 130050, 120180 (COL3A1)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Charakteristisch für den vaskulären EDS Typ IV ist
neben verletzlicher, durchscheinender Haut v.a. ein
hohes Risiko für Rupturen von Arterien, Uterus und
innerer Organe mit fatalen Blutungen. Häufig kann
eine typische Fazies die klinische Diagnose unterstützen. Der Erbgang ist autosomal-dominant, die
Prävalenz wird auf 1:50.000 geschätzt. Ursächlich sind
Mutationen im COL3A1-Gen (α1-Kette des Typ IIIKollagens). Bislang sind mehr als 200 verschiedene
Mutationen bekannt, mehr als 50% sind
Neumutationen. Das Mutationsspektrum umfasst zu
60% Missensemutationen (meist Glycin-Substitutionen
innerhalb der Tripelhelix) und zu 30% Spleißmutationen
sowie Frameshift-Mutationen. Strukturelle Mutationen beeinträchtigen in der Regel die Ausbildung von
Homotrimeren, was dazu führt, dass bei Heterozygotie
90% Trimere entstehen, die mindestens eine mutante
α1-Kette enthalten und nicht sekretiert werden.
Translationale Stopmutationen, sog. Null-Allele, führen zur Haploinsuffizienz. Genomische Deletionen und
komplexe Rearrangements, die ganze bzw. mehrere
Exons betreffen, machen etwa 5% aller beschriebenen
Mutationen des COL3A1-Gens aus.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
In den Wänden von Arterien und inneren Organen
stellt Typ III-Kollagen mit bis zu 45% einen wichtigen
Bestandteil dar, so dass diese Gewebe bei EDS Typ IV
besonders betroffen sind. Die klinische Diagnose kann
elektronenmikroskopisch und biochemisch durch den
Nachweis von strukturell verändertem Typ IIIKollagen untermauert und durch den Nachweis einer
Mutation im COL3A1-Gen gesichert werden. Die
Mutationserfassungsrate bei EDS-Patienten, bei
denen die klinischen Hauptkriterien der VillefrancheKlassifikation erfüllt sind, liegt bei über 90%.
(2013) / Leistritz et al, Genet Med 13:717 (2011) / Naing et al,
Biochem Biophys Res Commun 405:368 (2011) / Meienberg
et al, Eur J Hum Genet 18:1315 (2010) / Germain, Orphanet J
Rare Dis 2:32 (2007) / Loeys et al, New Eng J Med 355: 788
(2006) / Malfait and De Paepe, Am J Med Genet 139C:17
(2005) / Välkkilä et al, Matrix Biology 20:357 (2001) /
Schwarze et al, Am J Hum Genet 69:989 (2001) / Pepin et al,
N Engl J Med 342:673 (2000)
Indikation
V.a. und DD EDS Typ IV
Den idiopathischen (genetischen) Epilepsien können
die symptomatischen Epilepsien gegenübergestellt
werden, die z.B. sekundär als Folge einer angeborenen Gehirnfehlbildung (z.B. Migrationsstörung) auftreten, im Rahmen eines übergeordneten genetischen
Syndroms (z.B. Angelman-Syndrom, Rett-Syndrom,
Tuberöse Sklerose) oder bei chromosomalen
Imbalancen (z.B. Ringchromosom 20 oder 14,
Mikrodeletion 15q13.3, 15q11.2, 16p13.11, zusätzliches Markerchromosom 15 unter Einschluss der
Region 15q11.2 und andere). Nach der revidierten
Terminologie der ILAE würden diese Epilepsien den
„nicht-syndromalen Epilepsien“ zugerechnet.
Eine Differentialdiagnose zum EDS Typ IV stellt eine
klinische Unterform des Loeys-Dietz-Syndrom (LDS II)
dar (s. dort). Charakteristisch beim LDS II sind wie
beim EDS Typ IV Aneurysmen und Rupturen der großen Gefäße sowie durchscheinende Haut mit
Hämatomneigung, ohne dass die dafür typischen
Veränderungen im Typ-III-Kollagen oder Mutationen
im COL3A1-Gen gefunden werden. Ursache sind hier
Mutationen in den Genen für die Transforming
Growth Factor Beta Rezeptoren 1 und 2 (TGFBR1 und
TGFBR2).
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Ehlers-Danlos-Syndrom vaskulärer Typ
(EDS Typ IV) (ICD-10 Code: [Q79.6])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche COL3A1-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik COL3A1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 52 Exons
des COL3A1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des COL3A1-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Wendorff et al, Cardiovasc Pathol pii: S1054-8807(13)001130. doi: 10.1016/j.carpath.2013.04.003. [Epub ahead of print]
150
Epilepsien, genetisch bedingt
Dr. med. Imma Rost, Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Epilepsien treten mit einer Häufigkeit von 0,5 bis 1%
auf; knapp die Hälfte davon beginnt bereits im
Kindesalter. Davon sind wiederum mindestrens 50%
genetisch bedingt, wobei die Ursache in den meisten
Fällen multifaktoriell bzw. polygen ist. Nur 1 bis 2%
der sog. idiopathischen Epilepsien folgen einem
monogenen Erbgang. Die ILAE (Internationale Liga
gegen Epilepsie) schlägt vor, die bisher als idiopathisch bezeichneten Epilepsien in „genetische
Epilepsien“ umzubenennen.
Eine Besonderheit stellen die kindlichen epileptischen Enzephalopathien (EIEE: Early Infantile
Epileptic Encephalopathy) dar, da sie früh beginnen,
einen schweren Verlauf zeigen, oft therapieschwierig
sind und neben der fast immer vorhandenen Störung
der kognitiven Entwicklung weitere Komorbiditäten
zeigen. Beispiele sind das Ohtahara-Syndrom, das
West-Syndrom und das Dravet-Syndrom. Die
Ursachen sind vielfältig: strukturell, metabolisch,
genetisch. Bei den monogen bedingten Formen stellt
die genetische Diagnostik zunehmend eine
Möglichkeit der Ursachenklärung dar.
Genetische Diagnostik bei Epilepsien kann eine
Verdachtsdiagnose bestätigen, damit weitere
Diagnostik einsparen helfen, eine gewisse prognostische Einschätzung erleichtern und Aussagen zu einem
eventuellen Wiederholungsrisiko ermöglichen. Vor
allem bei den idiopathischen generalisierten
Epilepsien sind die derzeit als ursächlich bekannte
Gene bisher nur als Suszeptibilitätsfaktoren zu werten, da hier weitere ursächliche Faktoren vermutet
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
werden. Therapeutische Konsequenzen aus genetischer Diagnostik sind noch gering. Bei Epilepsien, die
durch Mutationen in Ionenkanalgenen verursacht
werden, können darauf abgestimmte Medikamente
eingesetzt oder auch vermieden werden, z.B.
Natriumkanal-Blocker bei GEFS+ bzw. DravetSyndrom, Einsatz von Stiripentol bei Dravet-Syndrom,
oder Einsatz von Retigabin, das aktivierend auf den
durch KCNQ2-Mutationen bei BFNS inaktivierten
Kaliumkanal wirkt. Bei Nachweis einer Mutation in
SLC2A1 und damit einer Glukose-Transporterstörung
ist die ketogene Diät Therapie der Wahl, bei
Mutationen in ALGH7A1 und damit Vorliegen einer
Vitamin B6-abhängigen Epilepsie die Gabe von
Vitamin B6, bei Vorliegen einer Mutation im PNPOGen die Gabe von Pyridoxal-5-Phosphat.
Eine Chromosomenanalyse ist z.B. bei einer
Frontallappenepilepsie und Verdacht auf ein
Ringchromosom 20 (Mosaik) indiziert. Da mehrere
Studien (Mefford et al, Ann Neurol 70(6), 974-985,
2011; Striano et al, Arch Neurol 69(3): 322-30, 2012)
zeigen konnten, dass Epilepsien auch bei
Mikrodeletionen und -duplikationen auftreten können, kann auch eine Array-CGH indiziert sein, v.a.
wenn als weiteres Leitsymptom eine Entwicklungsverzögerung oder andere neuropsychiatrische
Symptome vorliegen.
Aufgrund der klinischen und genetischen
Heterogenität bietet sich gerade bei den EIEE das
Next Generation Sequencing (NGS) als Methode an,
da so in einem Untersuchungsgang die Sequenzierung
einer Vielzahl von möglicherweise ursächlich beteiligten Genen möglich ist. NGS kann auch bei der
Untersuchung der Eltern eines Patienten mit einer
dominanten Neumutation zur Klärung der Vererbung
und damit des Wiederholungsrisikos sinnvoll sein, da
in einigen Familien die ursächliche Mutation bei
einem Elternteil in Mosaikform nachgewiesen wurde
und NGS Mosaike besser nachweisen kann als die
klassische Sanger-Sequenzierung.
Epileptische Enzephalopathien des Kindesalters (EIEE)
Erkrankung
OMIM ICD-10 Betr.
Erkr.
Gen(e)
EIEE1
Ohtahara-Syndrom (tonische Anfälle, 308350 G40.8 ARX
Beginn im NG- oder Säuglingsalter,
Burst-Suppression-Muster im EEG,
Übergang in West-Syndrom,
zerebrale Strukturanomalien)
Partington-Syndrom (Intelligenz309510
minderung, Bewegungsstörung),
Proud-Syndrom (Balkenmangel,
300004
Genitalanomalien, schwere
Entwicklungsstörung, Spastik)
EIEE2
Atypisches Rett-Syndrom,
Anfallsbeginn < 6 Monate,
stadienhafter Verlauf mit Übergang
in schwere tonische oder
myoklonische Anfälle
(West-Syndrom)
EIEE4
Früh einsetzende, unterschiedliche
Anfallstypen, meist mit
Retardierung,
Ohtahara-Syndrom
OMIM Chromosomale Funktion des Betr.
Spezielle
Gen(e) Position
Genproduktes Geschlecht Therapie
300382 Xp22
Transkriptionsfaktor
ml
-
300672 G40.8 CDKL5
300203 Xp22.13
SerinThreoninProteinKinase
wbl
-
612164 G40.8 STXBP1
602926 9q34.1
Syntaxinbindendes
Protein
wbl/ml
-
Blau unterlegt: kann auch als Einzeluntersuchung angefordert werden
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Erkrankung
EIEE5
Wenige Patienten beschrieben, z.T.
früh einsetzende Spasmen oder
spätere Epilepsie,
z.T. Hypomyelinisierung bzw.
Atrophie im cMRT
OMIM ICD-10 Betr.
Erkr.
Gen(e)
OMIM Chromosomale Funktion des Betr.
Spezielle
Gen(e) Position
Genproduktes Geschlecht Therapie
613477 G40.8 SPTAN1
182810 9q33-q34
EIEE6:
Dravet-Syndrom, SMEI (Severe
607208 G40.8 SCN1A
Myoclonic Epilepsy of Infancy),
GEFS+
Früh (< 1. Lebensjahr) beginnende
generalisierte oder fokale Anfälle
(Fieber, Fotostimulation), später
verschiedene, therapieschwierige
Anfallsformen, Intelligenzminderung;
GEFS+ :Fieberkrämpfe auch im
höheren Kindesalter, Intelligenz auch
normal
Mutationen in SCN1A in 2 Familien
mit Panayiotopoulos-Syndrom
(Kindliche Okzipitallappenepilepsie;
Anfälle mit autonomen Symptomen,
Beginn ca. 5. Lebensjahr)
EIEE7
Neugeborenenkrämpfe mit Burst
Suppression oder multifokaler
Aktivität, Sistieren bis 3. Lebensjahr,
cMRT früh: Hyperintensität der
Basalganglien und Thalamus
Variabler Phänotyp: auch bei BFNS,
dann benigner Verlauf, auch intrafamiliäre Variabilität
613720 G40.8 KCNQ2
EIEE11
Therapieresistente Epilepsie,
mentale Retardierung
Variabler Phänotyp, auch: BFNIS,
Dravet-Syndrom, GEFS+-
EIEE12
Früh beginnende therapieschwierige
Epilepsie, mentale Retardierung,
Übergang in West-Syndrom
wbl/ml
-
182389
2q24.3
Na-Kanal
ml
Stiripentol,
Na-KanalBlocker
602235
20q13.33
Ka-Kanal
wbl/ml
-
Xq22
Protocadherin
Ca-abhängige
Zelladhäsion
wbl/ml
-
Polynukleotid
Kinase-3Phosphatase
(DNAReparatur)
wbl/ml
-
Na-Kanal
wbl/ml
-
Phospholipase
Cβ1
wbl/ml
-
EIEE9
Epilepsie mit mentaler Retardierung 300088 G40.8 PCDH19 300460
bei Mädchen (EFMR), atypisches
Dravet-Syndrom; Epilepsie-Beginn
zwischen ½ und 3 Jahren,
Fieberkrämpfe und andere Anfälle,
variable Intelligenzminderung;
Mädchen betroffen, gesunde
männliche Überträger
EIEE10
Primäre Mikrozephalie, Epilepsie ab
< 6 Monate, Entwicklungsstörung
AlphaSpektrin
613402 G40.8 PNKP
605610 19p13.33
613721 G40.8 SCN2A
182390
2q24.3
613722 G40.8 PLCB1
607120 20p12.3
(Deletionen) 1)
Blau unterlegt: kann auch als Einzeluntersuchung angefordert werden
1) Diagnostik derzeit nur über Array-CGH möglich
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Weitere Epileptische Enzephalopathien des Kindesalters
Erkrankung
Glucose-Transporter-Defekt
OMIM ICD-10 Betr.
Erkr.
Gen(e)
614847 G40.8 SLC2A1
OMIM Chromosomale Funktion des Betr.
Spezielle
Gen(e) Position
Genproduktes Geschlecht Therapie
138140 1p34.2
Vitamin B6-abhängige Epilepsien
Pyridoxin-abhängige Epilepsie:
266100 G40.8 ALDH7A1 107323 5q23.2
therapieresistente Anfälle bei
Neugeborenen oder schon intrauterin,
Burst-Suppression-Muster im EEG,
auf Pyridoxin- Gabe, z.T.
Entwicklungsverzögerung,
Autosomal-rezessiv, Pipecolinsäure
i.S., Alpha-Aminoadipinsemialdehyd
(Alpha-AASA) i.S. und Liquor erhöht;
ALDH7A1-Mutationen auch bei
Folinsäure- abhängiger Epilepsie
Pyridoxal-5-Phosphat-abhängige
610090 G40.8 PNPO
603287 17q21.32
Epilepsie: oft Frühgeburt, niedriger
Apgar, Anfälle am 1. Lebenstag,
Burst-Suppression im EEG, Sistieren
auf Pyridoxal-5-Phosphat.
Autosomal-rezessiv
Rett-Syndrom,
kongenitale Variante
Schweres Krankheitsbild, ähnlich
Rett-Syndrom, früher Beginn mit
Epilepsie,
sekundärer Mikrozephalie,
Hypotonie, Dyskinesien, fehlende
Sprachentwicklung
Ursächlich FOXG1-Punktmutationen,
Deletionen, Duplikationen
613454 G40.8 FOXG1
164874 14q12
Glucosetransporter
Antiquitin
wbl/ml
Ketogene
Diät
wbl/ml
Vitamin B6
Pyridoxin-5- wbl/ml
PhosphatOxidase
Pyridoxal5-Phosphat
Transkriptions- wbl/ml
faktor
-
Blau unterlegt: kann auch als Einzeluntersuchung angefordert werden
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Idiopathische Fokale Epilepsien
Erkrankung
OMIM ICD-10 Betr.
Erkr.
Gen(e)
BFNS
G40.3
Benigne Familiäre Neonatale
121200
KCNQ2
Anfälle Typ 1
Benigne Familiäre Neonatale
121201
KCNQ3
Anfälle Typ 2
Beginn in den ersten Lebenstagen,
fokale, sekundär generalisierte
Anfälle, Sistieren innerhalb der
ersten Wochen, selten später erneut
Anfälle, Entwicklung meist normal,
Autosomal dominante Vererbung
mit reduzierter Penetranz (80%)
BFNIS
G40.3
Benigne Familiäre Neonatale/
607745
SCN2A
Infantile Anfälle
Beginn in den ersten Tagen, Sistieren
bis ca. 10 Monat
OMIM Chromosomale Funktion des Betr.
Spezielle
Gen(e) Position
Genproduktes Geschlecht Therapie
602235 20q13.33
K-Kanal
wbl/ml
Retigabin
182390 2q24.3
Na-Kanal
wbl/ml
-
602232 8q24
ADNFLE
G40.08
Autosomal dominante nächtliche
Frontallappenepilepsie
Beginn ab ca. 10. Lebensjahr,
nächtliche fokale tonische,
hyperkinetische Anfälle; selten,
reduzierte Penetranz,
Mutationsnachweis bisher in ca. 10% 600513
CHRNA4 118504 20q13.33
Typ 1
605375
CHRNB2 118507 1q21
Typ 3
610353
CHRNA2 118502 8p21
Typ 4
ADLTE
Autosomal dominante laterale
Temporallappenepilepsie
Beginn im Kindesalter, akustische
Aura, meist benigner Verlauf,
reduzierte Penetranz, bei 2/3 der
familiären Fälle Mutationsnachweis,
gutes Ansprechen auf Antiepileptica
600512
G40.08
LGI1
FFEVF
Autosomal dominante familiäre
604364 G40.09 DEPDC5
fokale Epilepsie mit variablem Fokus
Anfälle ausgehend von verschiedenen Regionen des Cortex, unauffälliges MRT
Beginn variabel vom Kindesalter bis
ins Erwachsenenalter, meist normale
intellektuelle Entwicklung
Mutationsnachweis bisher in 12%
der Familien
K-Kanal
wbl/ml
Azethylcholin- wbl/ml
rezeptoren
-
604619 10q23.33
Interaktion
u.a. mit
K-Kanal
wbl/ml
-
614191 22q12.2q12.3
G protein
signaling
pathways
wbl/ml
-
Blau unterlegt: kann auch als Einzeluntersuchung angefordert werden
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Idiopathische generalisierte Epilepsien
(abgesehen von der frühkindlichen Absence-Epilepsie sind die bisher mit den Erkrankungen beschriebenen
Mutationen bzw. Gene als Suszeptibilitätsfaktoren, nicht als alleinige Ursache zu werten)
Erkrankung
Frühkindliche Absence-Epilepsie
Beginn vor dem 4. Lebensjahr, gelegentlich Entwicklungsverzögerung,
bei 10-15% Mutation in SLC2A1
Kindliche Absence-Epilepsien
Mutationen bisher nur in einzelnen
Familien; Suszeptibilitätsfaktoren
neben anderen unbekannten
Faktoren!
Kindliche Absence-Epilepsie Typ 2
Kindliche Absence-Epilepsie Typ 4
(s. auch: Juvenile Myoklonus-Epilepsie
Typ 5)
Kindliche Absence-Epilepsie Typ 5
Kindliche Absence-Epilepsie Typ 6
Juvenile Absence-Epilepsie
Beginn vor/in der Pubertät,
Absencen, tonisch-klonisch generalisierte Anfälle, Myoklonien
Juvenile Myoklonus-Epilepsie
Myoklonische Anfälle, Entwicklung
und Neurologie unauffällig;
Mutationen bisher nur in einzelnen
Familien;
Suszeptibilitätsfaktoren neben
anderen unbekannten Faktoren!
Juvenile Myoklonus-Epilepsie
Typ 1, Janz-Syndrom
Juvenile Myoklonus-Epilepsie Typ 5
(s. auch Kindliche Absence-Epilepsie
Typ 4)
Juvenile Myoklonus-Epilepsie Typ 8
(auch: Idiopathische Generalisierte
Epilepsie Typ 11, Juvenile AbsenceEpilepsie Typ 2)
OMIM ICD-10 Betr.
Erkr.
Gen(e)
614847 G40.3 SLC2A1
OMIM Chromosomale Funktion des Betr.
Spezielle
Gen(e) Position
Genproduktes Geschlecht Therapie
138140 1p34.2
GlucoseTransporter
wbl/ml
-
GABARezeptor
GABARezeptor
wbl/ml
-
wbl/ml
-
wbl/ml
-
G40.3
607681
611136
GABRG2 137164 5q34
5q34
GABRA1 137160
612269
GABRB3 137192 15q12
CACNA1H 607904 16p13.3
611942
607631 G40.3 EFHC1
GABARezeptor
GABARezeptor
608815 6p12.2
Unbekannt,
Interaktion
mit CaKanal
608815 6p12.2
Unbekannt,
Interaktion
mit Ca-Kanal
GABARezeptor
G40.3
254770
EFHC1
611136
GABRA1 137160 5q34
607628
CLCN2
600570 3q27.1
Cl-Kanal
wbl/ml
wbl/ml
-
wbl/ml
-
wbl/ml
-
wbl/ml
-
Blau unterlegt: kann auch als Einzeluntersuchung angefordert werden
Indikation
Entwicklungsstörung und Epilepsie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Material
2 ml EDTA-Blut
Sequenzierung untersucht bzw. über Sondenhybridisierung angereichert und mittels Next Generation
Sequencing (NGS) sequenziert.
NGS ist derzeit keine Regelleistung der Krankenkassen
und kann nur nach Rückfrage und Kostenübernahmeerklärung erfolgen.
Dauer der Untersuchung
auf Anfrage
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons
einschließlich Spleißstellen der Gene aus der
Indikationsgruppe Epilepsien teilweise mittels SangerMVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Epilepsien bei einigen seltenen Chromosomenstörungen
Chromosomale Ursache
OMIM ICD-10 Symptomatik
Mikrodeletion 1p36
607872 Q93.5
Ringchromosom 14
Q93.2
Entwicklungsverzögerung, charakteristische Fazies,
Epilepsie bei rund 100%
608636 Q93.2
Entwicklungsstörung, Muskelhypotonie, autistische
Verhaltensweisen, therapieschwierige Epilepsie bei
fast allen Betroffenen
inv dup 15
Mikrodeletion 15q11.2
(Zwischen BP1 und BP2
der PWS-Region)
Mikrodeletion 15q13.3
Q93.5
612001 Q93.5
Mikrodeletion 16p13.11 610543 Q93.5
Mikrodeletion 17p13.3
(Miller-Dieker-Syndrom
- MDS) (contiguous
gene syndrome unter
Einschluss von LIS1)
Ringchromosom 20
(-Mosaik)
247200 Q93.5
(MDS)
-
Q93.2
Entwicklungsverzögerung, Mikrozephalie, Herzfehler
Epilepsie (50-75%) mit frühem Beginn
Array-CGH
(Chromosomenanalyse mit FISH)
Chromosomenanalyse mit
FISH: zusätzliches
Markerchromosom
(Array-CGH)
Array-CGH
Kindliche/Juvenile Absence-Epilepsie,
Entwicklungsverzögerung möglich
Array-CGH
Schwere Entwicklungsstörung, Mikrozephalie,
Lissenzephalie, therapieschwierige Epilepsie bei fast
allen Betroffenen, Beginn im 1. Lebensjahr
Chromosomenanalyse mit
FISH bei klinischem V.a.
Miller-Dieker-Syndrom
Array-CGH
Frontallappenepilepsie, z.T. Status epilepticus,
Entwicklungsverzögerung
Chromosomenanalyse mit
erhöhter Zellzahl (100),
FISH
(Array-CGH, bei kleinen
Mosaiken ungeeignet)
Kindliche Absence-Epilepsie, Epilepsie mit generalisierten tonisch-klonischen Anfällen, inkonstant
Entwicklungsverzögerung
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: V.a. Chromosomenanomalie (ICD-10 Code
siehe Tabelle)
Auftrag: Chromosomenanalyse bzw. Array-CGH
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Bei Array-CGH: Bitte beachten Sie die Indikationen
gem. Ziffer 11500 EBM (s.Untersuchungsbogen ArrayCGH)
Methode
Zytogenetik: Blutlymphozyten werden kultiviert, die
Chromosomen fixiert und gefärbt, mikroskopisch ausgewertet und anschließend ggf. eine FISH-Analyse
durchgeführt.
156
Array-CGH
(Chromosomenanalyse mit FISH)
Kindliche Absence-Epilepsie, kein PWS/AS!
Indikation
V.a. chromosomal bedingte Epilepsie
Material
Zytogenetik: 2 ml Heparin-Blut
Array-CGH: 5 ml EDTA-Blut
Diagnostik
Array-CGH
Array-CGH: Aus einer EDTA-Blutprobe wird DNA isoliert. Bei der Array-CGH wird Patienten-DNA auf
einem Chip gegen eine Test-DNA hybridisiert und die
Signale auf einem Fluoreszenz-Reader visualisiert.
Dauer der Untersuchung
Je nach Fragestellung und Analyseverfahren ca. 2 - 6
Wochen
Literatur
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MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Fish Eye Disease (FED) [E78.6]
Literatur
Wissenschaftlicher Hintergrund
Fish Eye Disease ist eine seltene, autosomal-rezessiv
vererbte Erkrankung des Lipidstoffwechsels, die durch
eine partielle Funktionsstörung des Leberenzyms
Lecithin-Cholesterin-Acyltransferase (LCAT) hervorgerufen wird. Charakteristisch für Fish Eye Disease ist
eine extrem erniedrigte Serumkonzentration von HDLCholesterin (< 10 mg/dl, Hypoalphalipropoteinämie) bei
gleichzeitig reduziertem Cholesterinesteranteil, die
auf eine Reifungsstörung der HDL-Partikel zurückzuführen ist. Für die Reifung von HDL spielt LCAT eine
wesentliche Rolle, in dem es Cholesterinester als
Kernmaterial für die Lipoproteine zur Verfügung stellt.
Hauptwirkungsort von LCAT sind unreife ApoA-I-haltige HDL-Partikel.
Fragiles X (Martin-Bell)-Syndrom (FRAXALocus) [Q99.2]
OMIM-Nummer: 136120, 606967 (LCAT)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Klinisch ist Fish Eye Disease durch Hornhauttrübungen
gekennzeichnet, die den Augen der Betroffenen den
Anschein gekochter Fischaugen verleihen. Ein vollständiger Funktionsausfall des LCAT-Enyzms wird als
klassischer LCAT-Mangel bezeichnet und ist neben
erniedrigten HDL-Konzentrationen und Hornhauttrübungen durch eine milde, reaktive Hypertriglyceridämie sowie Glomerulosklerose gekennzeichnet. Letztere kann zur transplantationspflichtigen
Niereninsuffizienz führen. Ein erhöhtes Risiko für
koronare Herzerkrankung ist für homozygote
Anlageträger von LCAT-Mangel, nicht jedoch für Fish
Eye Disease beschrieben.
Indikation
Hypoalphalipoproteinämie bei erniedrigtem PlasmaCholesterinesteranteil, Abschätzung des Koronarrisikos
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Fish Eye Disease (ICD-10 Code: [E78.6])
Auftrag: Mutationssuche LCAT-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 6 Exons des LCATGens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3-4 Wochen
Kunnen et Van Eck, J Lipid Res 53:1783 (2012) / Roshan et al,
J Clin Lipidol 5:493 (2011) / Klintworth, Orphanet J Rare Dis
4:7 (2009) / Calabresi et al, Arterioscler Thromb Vasc Biol
25:1972 (2005) / Ayyobi et al, Atherosclerosis 177:361 (2004)
/ Santamarina-Fojo et al in Scriver CR et al. (eds): The
Metabolic and Molecular Bases of Inherited Disease, 8th Ed,
Chapter 118 (2001) / Klein et al, J Biol Chem 270:9443 (1995)
/ Klein et al, J Lipid Res 34:49 (1993) / Klein et al, J Clin Invest
92:479 (1993) / Klein et al, J Clin Invest 89:499 (1992)
OMIM-Nummer:300624, 309550 (FMR1)
Dr. med. Imma Rost,
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Fragile-X-Syndrom ist die häufigste monogen vererbte Ursache einer mentalen Retardierung.
Abweichend von anderen Erkrankungen mit X-chromosomal rezessivem Erbgang zeigt das Fragile-XSyndrom Besonderheiten wie gesunde männliche
Überträger und bei einem Teil der weiblichen
Betroffenen eine ähnlich schwere Symptomatik wie im
männlichen Geschlecht. Ursache des Fragilen-XSyndroms ist eine CGG-Triplett-Repeat-Expansion im
5’-untranslatierten Bereich des FMR1-Gens (fragiles Xmentale Retardierung) auf dem langen Arm des XChromosoms. Die häufigsten Normalallele in der
Allgemeinbevölkerung haben eine Länge von 29-30
CGG-Repeats. Allele im Bereich von 50 bis 55 Repeats
werden als Grauzonenallel definiert (EMQN Ringversuch). Bei dieser Repeat-Anzahl liegt, unabhängig
vom Geschlecht des Überträgers, bereits eine gewisse
Instabilität vor, jedoch wurde in diesem Bereich noch
keine Expansion zu einer Vollmutation in einer
Generation beobachtet.
Als Prämutation werden Allele mit 56 bis 200 CGGRepeats bezeichnet. Im weiblichen Geschlecht werden
Prämutationen bei der Weitergabe an die nächste
Generation instabil vererbt, was meist zu einer
Verlängerung auf über 200 Tripletts (Vollmutation)
führt. Ab dieser Länge kommt es zur Methylierung von
Cytosinresten des Repeats und benachbarter regulatorischer Elemente, was letztlich zu einer Hemmung der
Transkription und damit zum Ausfall des FMR1Genprodukts führt. Im männlichen Geschlecht wird die
Prämutation stabil an die nächste Generation weitergegeben. Mütter von Kindern mit Vollmutation sind
obligate Überträgerinnen mit entweder einer
Prämutation oder bereits einer Vollmutation. Das
Wiederholungsrisiko beträgt bis zu 50% für betroffene
Kinder in Abhängigkeit vom Geschlecht bzw. von der
Länge der Prämutation bei der Mutter.
Bei Vorliegen der Vollmutation fällt im Kindesalter
zunächst die Entwicklungsverzögerung auf, die meist
mehr die Sprache als die Motorik betrifft. Die Kinder
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Schematische Darstellung des FMR1-Gens mit Normalbefund, Prämutation und Vollmutation
haben oft etwas überdurchschnittliche Maße für
Körperlänge und Kopfumfang. Gelegentlich fallen
Symptome einer Bindegewebsschwäche wie überstreckbare Gelenke und Muskelhypotonie auf. Als charakteristische Merkmale werden Hyperaktivität und
autistische Verhaltensweisen beobachtet. Abgesehen
von eher großen Ohrmuscheln sind weitere
Phänotypmerkmale wie längliches Gesicht und betontes Kinn im Kindesalter noch wenig ausgeprägt, kennzeichnen aber Erwachsene mit Fragilem-X-Syndrom.
Postpubertär ist bei Männern häufig eine Makroorchie
festzustellen. Weibliche Trägerinnen der Vollmutation
können eine sehr variable Symptomatik zeigen von
einem unauffälligen Phänotyp (ca. 30%) bis zu einer
ähnlich schweren mentalen Retardierung wie bei
Männern. Etwa 20% der Prämutationsträgerinnen
haben eine vorzeitige Menopause (FXPOI). Bei älteren,
v.a. männlichen Prämutationsträgern zeigt sich zu über
30% ein oft progredientes neurologisches Krankheitsbild, bestehend aus Intentionstremor, Gangataxie,
Parkinsonismus, autonomer Dysfunktion und Demenz,
das mittlerweile als „Fragiles-X-Tremor-AtaxieSyndrom“ (FXTAS) bezeichnet wird.
Indikation
Im Kindesalter mentale Retardierung und ggf. weitere
Symptome (s. o.), Fragiles X-Syndrom in der Familie,
prämature Ovarialinsuffizienz (FXPOI) bei Frauen,
neurologische Symptome wie bei FXTAS.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Fragiles-X Syndrom (ICD-10 Code: [Q99.2])
oder
FXPOI (POF) (ICD-10 Code: [E28.3])
158
oder
FXTAS (ICD-10 Code: [G11.2])
Auftrag:
Southern Blot-Analyse, PCR und FragmentlängenAnalyse
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2 ml EDTA-Blut (für die Southern Blot-Analyse wird
viel DNA benötigt !)
Methode
Aus genomischer DNA wird mittels PCR und anschließender Fragmentlängenanalyse die CGG-Triplettanzahl in der 5’ UTR des FMR1-Gens bestimmt. Der
Nachweis von Prä- bzw. Vollmutationen sowie die
Bestimmung des Methylierungsstatus erfolgt durch
eine Southern Blot-Analyse.
Dauer der Untersuchung
3-6 Wochen
Literatur
Spath et al, Am J Med Genet A 152A:387 (2010) / Leitlinien zur
molekulargenetischen Diagnostik: Fragiles-X und Fragiles-X
assoziiertes Tremor/Ataxie Syndrom, medgen 21 (2009) /
Fernandez-Caravajal et al, J Mol Diagn 11:306 (2009) /
Rodriguez-Revenga et al, Eur J Hum Genet advanced online
publication 1-4 (2009) / Coffey et al, Am J Med Genet A
146A:1009 (2008) / Rost et Klein, J Lab Med 29:152 (2005) /
Hagerman et al, Am J Hum Genet 74:805 (2004) / Nolin et al,
Am J Hum Genet 72:454 (2003) / Oostra et al , Clin Genet
60:399 (2001) / Oostra et al, J Med Genet 30:410 (1993)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Frühkindliche X-gebundene Epilepsie mit geistiger Behinderung [G40.3]
OMIM-Nummer:300088, 300460 (PCDH19)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Unter frühkindlicher epileptischer Enzephalopathie
(EIEE) wird eine heterogene Gruppe von 12 genetisch
zu differenzierenden schweren Epilepsien (EIEE1EEIE12) zusammengefasst, die im ersten Lebensjahr,
überwiegend zwischen dem 2. und 10. Lebensmonat
beginnen. Charakteristisch sind häufige tonische
Anfälle mit einem spezifischen sog. Suppressionburst-Muster im EEG. 75% der Patienten mit EIEE entwickeln ein West-Syndrom, das durch BNS-Anfälle mit
Hypsarrhythmie im EEG und einen Entwicklungsstillstand gekennzeichnet ist. Die X-gebundene Epilepsie
mit geistiger Behinderung (EIEE9), auch als Epilepsie
und Mentale Retardierung limited to females (EFMR)
bezeichnet, wurde bereits 1971 anhand einer Familie
mit 15 betroffenen weiblichen Patienten beschrieben.
2008 konnte anhand weiterer Familien der Genort auf
Chromosom Xq22 lokalisiert werden. Erste Anfälle traten vor dem 14. Lebensmonat auf und waren häufig
mit Fieber assoziiert. Die Anfallstypen umfassen
tonisch-klonische, tonische, partielle, atonische, myoklonische und Absencen. Die Entwicklungsverzögerung
und Intelligenzentwicklung kann sehr variabel sein.
Ursache für die X-gebundene Epilepsie mit geistiger
Behinderung sind Mutationen im Gen für
Protocadherin 9 (PCDH19). Protocadherin 9 wird während der Entwicklung des Gehirns exprimiert und
stellt das erste Mitglied der Cadherin-Familie dar, das
bei Epilepsie und mentaler Retardierung verändert ist.
Bisher sind 50 verschiedene PCDH19-Mutationen
beschrieben, die Häufigkeit bei EFMR wird auf 10%
geschätzt. Genomische Deletionen innerhalb der
Region Xq22.1, die das gesamte PCDH19-Gen oder
mehrere Exons beinhalten, wurden bei 3% der weiblichen Patienten identifiziert. Betroffen sind nur
heterozygote Mutationsträgerinnen, während hemizygote männliche Anlageträger asymptomatisch sind.
Dieser ungewöhnliche Vererbungsmodus einer Xgebundenen Erkrankung wird als zelluläre Interferenz
bezeichnet. Während klinisch unauffällige männliche
Anlageträger nur Zellen mit PCDH19-Mutation aufweisen, entstehen im weiblichen Organismus durch
das Vorhandensein von Zellen mit und ohne PCDH19Mutation aufgrund der zufälligen X-Inaktivierung
Mosaike, die erst dann pathogenetisch wirken. Bei
dem bisher einzigen beschriebenen symptomatischen
männlichen Patienten mit einer PCDH19-Mutation
liegt diese ebenfalls als Mosaik vor und bestätigt den
Mechanismus, wonach Zellen mit und ohne Mutation
für die Krankheitsentstehung vorliegen müssen.
Indikation
V.a. frühkindliche X-gebundene Epilepsie mit geistiger
Behinderung bei weiblichen Patienten, DD Mädchen
mit
Dravet-Syndrom
oder
GEFS+
ohne
Mutationsnachweis im SCN1A-Gen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Frühkindliche X-gebundene Epilepsie mit
geistiger Behinderung (ICD-10 Code: [G40.3])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche PCDH19-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik PCDH19-Gen
Material
1 ml EDTA-Blut oder Wangenschleimhauttupferabstrich
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 6 codierenden Exons des PCDH19-Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse von 5 der 6 Exons inkl. der 5‘ und 3‘ UTR des
PCDH19-Gens sowie der flankierenden Regionen von
85 kb bzw. 846 kb auf Chromosom Xq22auf das
Vorhandensein von Deletionen oder Duplikationen
mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Depienne et al, Hum Mutat 33:627 (2012) / Depienne et al,
Hum Mutat. 32:E1959 (2011) / Hynes et al, Med Genet
47,:211 (2010) / Depienne et al, PLoS Genet 5:e1000381
(2009) / Marini (2010) Neurology 75, 646 / Dibbens (2008)
Nat Genet 40, 776 / Juberg and Hellman, J Pediat 79:726
(1971))
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Generalisierte Epilepsie mit Fieberkrämpfen
plus (GEFS+) [G40.3]
OMIM-Nummer: 604233, 182389 (SCN1A), 182390
(SCN2A), 600235 (SCN1B), 137164 (GABRG2), 300460
(PCDH19)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei der generalisierten Epilepsie mit Fieberkrämpfen
Plus (GEFS+) handelt es sich um ein autosomaldominantes Epilepsie-Syndrom mit großer phänotypischer Variabilität innerhalb derselben Familie.
Charakteristisch sind Fieberkrämpfe auch nach dem
sechsten Lebensjahr und eine Fieber-unabhängige,
generalisierte tonisch-klonische Epilepsie, die mit
Absencen, myoklonischen, atonischen oder fokalen
Anfällen assoziiert sein kann.
Mutationen im SCN1A-Gen, das für die a1-Untereinheit eines neuronalen Natriumkanals codiert, sind
mit 10-20% die häufigste Ursache für GEFS+. Dabei
handelt es sich in der Regel um Aminosäureaustausche
im SCN1A-Gen, die sowohl die Ursache der schweren
myoklonischen Epilepsie des frühen Kindesalters
(SMEI) als auch der GEFS+ sein können, wobei
Missense-Mutationen in der Porenregion des Natriumkanals häufiger mit der schwer verlaufenden SMEI
assoziiert sind. Neben SCN1A-Mutationen sind bei
GEFS+ auch Mutationen in zwei weiteren Genen für
neuronale spannungsabhängige Natriumkanäle
(SCN1B und SCN2A) sowie in den Genen für die γ2Untereinheit und die d-Untereinheit des GABARezeptors (GABRG2 und GABRD) beschrieben. Mutationen im SCN1B-Gen, das für die ß1-Untereinheit
eines neuronalen Natriumkanals codiert, wurden erst
bei sieben Familien mit GEFS+ beschrieben. Die bisher
sechs beschriebenen Mutationen im GABRG2-Gen,
das für die γ 2-Untereinheit des GABA-Rezeptors
codiert, sind die Ursache in etwa 1% der untersuchten
Patienten mit GEFS+ oder kindlicher AbsenceEpilepsie mit Fieberkrämpfen. Mutationen im SCN2AGen, das für die α2-Untereinheit eines neuronalen
Natriumkanals codiert, spielen bei GEFS+ nur eine
untergeordnete Rolle, da bisher erst bei Einzelfällen
Missense-Mutationen beschrieben sind, während alle
anderen SCN2A-Mutationen bei Patienten mit
benigner familiärer neonatal-infantiler Epilepsie identifiziert wurden. Die kombinierte Mutationsdetektionsrate bei GEFS+ für alle fünf Gene beträgt 8-17%.
Mutationen im Gen für Protocadherin 9 (PCDH19 auf
Chromosom Xq22) wurden bei weiblichen Patienten
mit X-gebundener Epilepsie mit geistiger Behinderung
beschrieben. In Analogie zu klinischen Überlappungen
bei Dravet-Syndrom-Patienten mit SCN1A-Mutationen
und PCDH19-Mutationen wurden mittlerweile auch
bei GEFS+ Mutationen im PCDH19-Gen identifiziert.
Die Häufigkeit von PCDH19-Mutationen bei Patienten
mit GEFS+ ist nicht bekannt.
160
Indikation
V.a. und DD Generalisierte
Fieberkrämpfen plus (GEFS+)
Epilepsie
mit
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Generalisierte Epilepsie mit
Fieberkrämpfen plus (GEFS+) (ICD-10 Code: [G40.3])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche SCN1A-Gen
und/oder
Stufe II:Mutationssuche SCN2A-Gen, SCN1B-Gen,
GABRG2-Gen
und/oder
Stufe III: Mutationssuche PCDH19-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 26 Exons
des SCN1A-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 26 codierenden Exons des SCN2A-Gens, alle 5 codierenden
Exons des SCN1B-Gens sowie alle 10 Exons des
GABRG2-Gens sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA werden alle 6 codierenden Exons des PCDH19-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 4 Wochen
Stufe II: weitere 4 Wochen
Stufe III: weitere 2 Wochen
Literatur
Depienne et al, Hum Mutat. 32:E1959 (2011) / Scheffer et al,
Brain Dev 31:394 (2009) / Sun et al, J Hum Genet 53:769
(2008) / Scheffer et al, Brain 130:100 (2007) / Ito et al,
Epilepsy Res 70S:199 (2006) / Audenaert et al, Hum Mutat
27:391 (2006) / Sugawara et al, Proc Acad Natl Sci 98:6384
(2001) / Wallace et al, Nat Genet 28:49 (2001) / Wallace et al,
Nat Genet 19:366 (1998) / Scheffer and Bercovic, Brain
120:479 (1997)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Gerstmann-Sträussler-Scheinker-Syndrom
(GSSS) [A81.9]
OMIM-Nummer: 137440, 176640 (PRNP)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh,
Dipl.-Biol. Wolfgang Rupprecht
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Gerstmann-Sträussler-Scheinker-Syndrom (GSSS)
ist eine autosomal-dominant vererbte, sehr seltene
Form einer spongiformen Enzephalopathie des
Menschen. Wie bei der familiären Form der
Creutzfeldt-Jacob Erkrankung (CJD) sind Mutationen
im Gen für das Prion-Protein (PRNP) für die
Erkrankung verantwortlich. Bisher sind 10 verschiedene Mutationen beschrieben, von denen die Mutation
Pro102Leu die häufigste darstellt. Erstmanifestationen
der Erkrankung treten meistens zwischen dem 3. und
5. Lebensjahrzehnt auf. Klinisch im Vordergrund stehen dabei zerebelläre Funktionsstörungen mit zerebellärer Ataxie, Dysarthrie, Nystagmus, Gangataxie
und in späteren Stadien Entwicklung einer Demenz.
Die neurologische Symptomatik entsteht durch die
Ablagerungen von Amyloidplaques im Gehirn
besonders in der Region des Cerebellums. Die durchschnittliche Überlebensrate nach Diagnosestellung
beträgt ca. 5 Jahre.
Indikation
V.a. und DD Gerstmann-Sträussler-Scheinker-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Gerstmann-Sträussler-Scheinker-Syndrom
(ICD-10 Code: [A81.9])
Auftrag: Mutationssuche PRNP-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird Exon 2 des PRNP-Gens
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
2-3 Wochen
Literatur
Cagnoli et al, Mov Disord 23:1468 (2008) / De Michele et al,
Can J Neurol Sci 30:233 (2003) / Parchi et al, Proc Natl Acad
Sci 95:8322 (1998) / Young et al, Brain Res Mol Brain Res
44:147 (1997) / Hsiao et al, Nat Genet 1:68 (1992)
Glucose-6-Phosphat-Dehydrogenase-Defizienz
(Favismus) [E55.0]
OMIM-Nummern: 134700, 305900 (G6PD)
Dipl. - Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Favismus (von lateinisch: faba = Bohne) ist eine Xchromosomal-rezessiv
vererbte
Stoffwechselerkrankung aufgrund eines Glucose-6-PhosphatDehydrogenase (G6PDH)-Mangels. Das Enzym
Glucose-6-Phosphat-Dehydrogenase nimmt eine
Schlüsselposition im Pentosephosphatweg ein und
katalysiert die Umwandlung von Glucose-6-Phosphat
in D-Glucono-1,5-Lactono-6-Phosphat. Dabei entstehen Reduktionsäquivalente wie NADPH, die bestimmte Zellstrukuren (z.B. Erythrozytenmembranen)
vor oxidativen Schäden bewahren. Durch den G6PDEnzymmangel verliert die Zelle diesen Schutzmechanismus und es treten hämolytische Anämien
auf.
Verschiedene Mutationen im G6PD-Gen führen zu
einem G6PD-Mangel. Je nach Mutation variiert die
enzymatische Restaktivität und damit die Ausprägung
der Symptomatik. Entsprechend der gemessenen
Enzymaktivität wird der G6PD-Mangel in verschiedene Klassen eingeteilt:
WHO- Enzymaktivität G6PDSymptome
Klasse
Defizienz
I
sehr niedrig
Schwer
II
1-10%
schwer
III
10-60%
mäßig
IV
60-100%
V
>110%
nein
nein
Chronische nichtsphärozytische
hämolytische Anämie
Intermittierende
Hämolyse
Induzierte intermittierende Hämolyse
Keine
Keine
Tabelle: WHO-Klassifikation der G6PD-Defizienz
Aufgrund des X-chromosomalen Erbgangs sind vorwiegend Männer betroffen. Hemizygote Männer und
homozygote bzw. kombiniert-heterozygote Frauen
mit Mutationen auf dem X-Chromosom zeigen den
voll ausgeprägten Phänotyp. Heterozygote Anlageträgerinnen zeigen in der Regel nur dann Symptome,
wenn eine präferenzielle Expression des betroffenen
Allels, z.B. aufgrund einer verschobenen XInaktivierung, vorliegt. In der deutschen Bevölkerung
liegt die Prävalenz bei 0,14-0,37%, in einigen Ländern
des Mittelmeerraums, Afrikas und Asiens liegt sie bei
3-35%. In der westeuropäischen Bevölkerung ist die
durch die Mutation c.563C>T (p.Ala188Ser) bedingte
mediterrane Form die häufigste Ursache für Favismus.
Sie führt zu einem schweren Krankheitsverlauf (WHO
Klasse II). Oxidativ wirkende Medikamente können
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
hämolytisch-anämische Krisen auslösen und sollten
daher nur nach sorgfältiger Nutzen-Risiko-Abwägung
verordnet werden. Auch die Proteine der Fava-Bohne
(Aglycone) und deren Pollen sind Auslöser hämolytischer Ereignisse.
Indikation
V.a. und DD G6PDH-Defizienz/Favismus
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: G6PD-Defizienz (ICD-10 Code: [E55.0])
Auftrag:
Stufe I: G6PDH-p.S188F (c.563C>T)
und/oder
Stufe II: Komplettsequenzierung des G6PDH-Gens
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird Exon 6 des
G6PDH-Gens einschließlich der Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die restlichen
Exons des G6PDH-Gens einschließlich der Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
ca. 2 Wochen
Literatur
Minucci et al, IUBMB Life, 61: 27 (2009)/Turan, Archives of
Medical Research 37:880 (2006) / Beutler and Vulliamy, Blood
Cells Mol Dis 28:93 (2002) / / Vulliamy et al, Proc Nat Acad Sci
85:571 (1988) / www.favismus.de (Favismus Datenbank)
Glukosetransporter Typ 1-Defizienz-Syndrom
(GLUT1-DS) [G40.3]
OMIM-Nummer: 606777, 138140 (SLC2A1)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das klassische Glukosetransporter Typ 1-DefizienzSyndrom (GLUT1-DS) bezeichnet ein 1991 von de Vivo
beschriebenes Krankheitsbild mit im Säuglingsalter
beginnender, therapieresistenter Epilepsie und epileptischer Enzephalopathie, schwerer Entwicklungsstörung, erworbener Mikrozephalie sowie einer komplexen Bewegungsstörung mit muskulärer Hypotonie
oder Spastik, Ataxie, Dystonie oder Chorea. Das phänotypische GLUT1-DS-Spektrum umfasst daneben
auch die paroxysmale Aktivitäts-induzierte Dyskinesie
162
und Epilepsie (DYT18) und die paroxysmale
Choreoathetose mit Spastik (DYT9). Die Epilepsie
beginnt beim klassischen GLUT1-DS in 90% der Fälle
innerhalb der ersten beiden Lebensjahre mit einem
der fünf Anfallsarten: generalisierte tonische oder klonische, myoklonische, atypische Absencen, atonische
oder unklassifizierte Epilepsie. Die Bewegungsstörungen werden häufig durch Fasten, Fieber oder
Infektionen verstärkt. Die Inzidenz wird auf 1:90.000
geschätzt. In den meisten Fällen wird Glut1-DS autosomal-dominant vererbt, wobei 90% durch
Neumutationen bedingt sind und nur 10% der
Patienten ein betroffenes Elternteil haben.
Verantwortlich für GLUT1-DS sind Mutationen im
SLC2A1-Gen, das für den Glukosetransporter der BlutHirn-Schranke, GLUT1 codiert. SLC2A1 besteht aus 10
Exons, die sich über 35 kb genomische Sequenz
erstrecken. 81-89% aller SLC2A1-Mutationen sind
Punktmutationen, in 11-14% der Patienten liegen
genomische Deletionen vor. SLC2A1-Mutationen sind
loss of function-Mutationen, die sowohl frameshiftund Missense-Mutationen mit Restaktivität des
Proteins beinhalten, aber auch in besonders schwerwiegenden Fällen das komplette Fehlen eines SLC2A1Allels. Es gibt eine Genotyp-Phänotyp-Korrelation.
Missense-Mutationen führen zu einem milden bis
moderaten Phänotyp, Nonsense-, Spleiß- und frameshift-Mutationen sowie intragene Deletionen sind bei
den moderaten und schweren Phänotypen beschrieben, komplette Gendeletionen haben besonders
schwere klinische Verläufe zur Folge. Veränderungen
im SLC2A1-Gen werden außer beim klassischen
GLUT1-DS auch bei etwa 10% aller Patienten mit fruhkindlicher Absence-Epilepsie („early-onset absence
epilepsy“, EOAE gefunden.
GLUT1 (solute carrier family 2, facilitated glucose
transporter member 1) ist ein integrales Membranprotein aus 492 Aminosäuren, das über eine
Porenregion den einzigen Transportweg von Glukose
über die Blut-Hirn-Schranke ermöglicht. SLC2A1Mutationen resultieren in einer Hypoglykorrhachie.
Therapeutisch kann durch eine ketogene Diät der
Glukosestoffwechselweg umgangen und Ketone als
alternative Energiequelle angeboten werden.
Die Diagnose kann neurologisch anhand einer
Hypoglykorrhachie (erniedrigte Glukosekonzentration
im Liquor (<60 mg/dl in allen bisher beschriebenen
Fällen; <40 mg/dl in >90% der Fälle; 41-52 mg/dl in
~10% der Fälle) bei normaler Blutglukosekonzentration
nach vierstündigem Fasten bestimmt werden. Laktat
kann als alternative Energiequelle genutzt werden
und ist daher bei einigen Patienten im Liquor ebenfalls vermindert messbar.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Indikation
V.a. Glukosetransporter Typ-1 Defizienz-Syndrom, DD
Dystonie 9, Dystonie 18, frühkindliche AbsenceEpilepsie (EOAE)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Glukosetransporter Typ 1 DefizienzSyndrom (GLUT1-DS) (ICD-10 Code: [G40.3])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche SLC2A1-Gen,
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik SLC2A1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut oder Wangenschleimhauttupferabstrich
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 10 Exons
des SLC2A1-Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse aller 10 Exons des SLC2A1-Gens auf das
Vorhandensein von Deletionen oder Duplikationen
mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 3 Wochen
Stufe II: 2 Wochen
Literatur
Yang et al, Ann Neurol.70:996 (2011) / Weber et al, Neurology
77:959 (2011) / Leen et al, Brain 133:655 (2010) / Levy et al,
Mol Genet Metab 100:129 (2010) / Mullen et al, Neurology
75:432 (2010) / Suls et al, Brain 131:1831 (2008) / Seidner et
al, Nat Genet 18:188 (1998) / De Vivo et al, N Engl J Med.
325:703 (1991)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Hämochromatose, hereditäre [E83.1]
OMIM-Nummer: 235200, 613609 (HFE)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl.-Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Hämochromatose beruht auf einer erworbenen
oder angeborenen Störung des Eisenstoffwechsels.
Durch eine erhöhte Eisenresorption im Dünndarm
kommt es zu einer Eisenakkumulation in verschiedenen Organen, insbesondere in der Leber. Bei frühzeitiger Diagnose ist die Erkrankung gut therapierbar,
unbehandelt führt sie häufig zu Leberzirrhose,
Lebertumoren, Diabetes mellitus und Herzrhythmusstörungen. Bei der erblichen Form, der hereditären
Hämochromatose (HH), handelt es sich um eine
Erkrankung mit autosomal-rezessivem Erbgang, die in
85-90% der Fälle durch Homozygotie für den C282YPolymorphismus (rs1800562) im HFE-Gen verursacht
wird. Die Häufigkeit dieses Genotyps liegt im mitteleuropäischen Raum zwischen 1:400 und 1:100. Die
Penetranz ist nicht vollständig, so dass nicht alle
homozygoten Merkmalsträger an einer klinisch manifesten Hämochromatose erkranken.
Bei etwa 3-5% aller Hämochromatose-Patienten
besteht eine kombinierte Heterozygotie des C282YPolymorphismus mit dem H63D-Polymorphismus
(rs1800562). Die Penetranz ist jedoch gering. Der
Nachweis dieses Genotyps bei symptomatischen
Patienten kann als Bestätigung für eine HH gesehen
werden. Auch Homozygotie für den H63D-Polymorphismus bestätigt den klinischen Verdacht auf
eine Hämochromatose, wobei diese Patienten nur
eine geringe Eisenakkumulation aufweisen. Heterozygote Merkmalsträger für die Polymorphismen
C282Y (5-10% der Bevölkerung), H63D und S65C
haben kein erhöhtes Erkrankungsrisiko. Homozygotie
für den selteneren S65C-Polymorphismus (rs1800730)
oder kombinierte Heterozygotien für C282Y/S65C und
H63D/S65C sind nur mit einem leichten Erkrankungsrisiko assoziiert. Es ist in der Regel mit einem milden
Krankheitsverlauf zu rechnen.
Bei Patienten mit klinisch bestätigter Hämochromatose, bei denen der C282Y- oder H63D-Polymorphismus nur in heterozygoter Form nachgewiesen
wurde und weiterhin der Verdacht auf eine hereditäre
Hämochromatose besteht (z.B. aufgrund einer Transferrinsättigung von >50%, einem Serumferritinwert
von >200 µg/l oder einer positiven Leberbiopsie),
kann eine Komplettsequenzierung des HFE-Gens zum
Nachweis seltener Mutationen durchgeführt werden.
Indikation
V.a. und DD hereditäre Hämochromatose (Personen
mit erhöhtem Serum-Ferritin und erhöhter
Transferrinsättigung), Differentialdiagnostik
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: hereditäre Hämochromatose
(ICD-10-Code: [E83.1])
Auftrag:
Stufe I: HFE-C282Y/-H63D/-S65C Genotypisierung
und/oder
Stufe II: Mutationssuche HFE-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Personen mit unerklärlicher Müdigkeit, Arthralgien,
Hepatomegalie, Transaminasenerhöhung
Biochemische Marker einer Eisenüberladung
Transferrinsättigung und Serumferritin
Lebererkrankung
und hämatologische
Erkrankung
ausschließen
Transferrinsättigung >45%, 2malig Ferritinerhöhung
C282Y/C282Y
C282Y/H63D
C282Y/S65C
C282Y/wt,
H63D/wt, S65C/wt, wt/wt
Hereditäre
Hämochromatose
gesichert
Molekulargenetische Untersuchung auf
HFE-C282Y-, H63D-, S65C-Polymorphismen
Serumferritin
unauffällig
Serumferritin
dauerhaft erhöht
Jährliche
Kontrolle des
Serumferritin
ggf. Leberbiopsie
hepatischer
Eisenindex
hereditäre
Hämochromatose
möglich
seltene Formen der
erblichen Hämochromatose
z.B. seltene HFE-Mutationen
negativ
positiv
Hereditäre
Hämochromatose
gesichert
Diagnostische Vorgehensweise bei klinischem V.a. hereditäre Hämochromatose.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden zwei
Abschnitte des HFE-Gens amplifiziert. Der Mutationsnachweis erfolgt durch Sonden-Hybridisierung und
Schmelzkurvenanalyse (Lightcycler-Assay).
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 6 codierenden Exons des HFE-Gens sequenziert (nach Rücksprache).
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 5 Tage
Stufe II: weitere 4 Wochen
Literatur
Clark et al, Clin Biochem Rev 31:3 (2010) / Leitlinien zur molekulargenetischen Diagnostik der HH, medgen 18 (2006) /
Adams et al, N Engl J Med 352:1769 (2005) / Beutler et al, Ann
Intern Med 133:329 (2000) / Mura et al, Blood 93:2502 (1999)
/ Feder et al, J Biol Chem 272:14025 (1997) / Feder et al,
Nature Genet 13:399 (1996) / Jazwinska et al, Nature Genet
14:249 (1996)
Hämophilie A [D66.0]
OMIM-Nummer: 306700, 300841 (Faktor VIII-Gen)
Dipl.-Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Hämophilie A ist eine X-chromosomal-rezessiv vererbte Gerinnungsstörung, die durch den Mangel des
Gerinnungsfaktors VIII bedingt ist. Dieser führt zu
einer Störung im intrinsischen Weg der Gerinnungskaskade und zu den Symptomen einer hämorrhagischen Diathese mit verlängerter aPPT-Zeit.
Phänotypisch ist die Hämophilie A nicht von der
Hämophilie B (Faktor IX-Mangel) unterscheidbar. Die
Abgrenzung beider Krankheitsbilder erfolgt durch die
biochemische Messung der jeweiligen Enzymaktivität.
Im F8-Gen sind über 2.500 Mutationen bekannt, die
zu einer Hämophilie A führen. In Abhängigkeit von der
Mutation kommt es zu einer unterschiedlich starken
Beeinträchtigung der Enzymaktivität, so dass die
Erkrankung in unterschiedliche Schweregrade eingeteilt wird:
- Schwere Hämophilie A: Faktor VIII-Aktivität < 1%
- Mittelschwere Hämophilie A: Faktor VIII-Aktivität
1-5%
- Milde Hämophilie A: Faktor VIII-Aktivität 6-40%
Aufgrund der X-chromosomalen Vererbung sind vorwiegend Männer betroffen. Die Prävalenz wird auf
ca. 1: 6.000 geschätzt. In seltenen Fällen können auch
heterozygote Anlageträgerinnen bei Vorliegen einer
ungleichen X-Inaktivierung Symptome ausprägen. Ca.
30% der Hämophilie A-Fälle sind durch Neumutationen
bedingt. Leichtere Formen sowie ca. 50% der schweren Formen der Erkankung werden durch Punktmutationen im Faktor VIII-Gen verursacht. Ca. die Hälfte
der schweren Hämophilie A-Fälle sind durch GenInversionen in Intron 1 oder Intron 22 bedingt. Die
Therapie erfolgt durch intravenöse Substitution mit
rekombiniertem Faktor VIII.
Indikation
V.a. Hämophilie A, Faktor VIII-Defizienz
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Hämophilie A (ICD-10-Code: [D66.0])
Auftrag:
Stufe I: Nachweis der Geninversion Int22 und Int1F
Stufe II: Mutationssuche im Faktor VIII-Gen
Stufe III: MLPA-Analyse Faktor VIII-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons
des Faktor VIII-Gens sequenziert. Der Nachweis von
Deletionen und Duplikationen erfolgt mittels MLPA.
Dauer der Untersuchung
2-4 Wochen
Literatur
Jenkins et al, Eur J Hum Genet 20:5 (2012) /Konkle et al,
Gene Reviews, NBK1495 (last Update 2011) / Oldenburg et al,
Hämostaseologie 28: 335 (2008) / Keeney et al, Haemophilia
11:87 (2005) / www.dhg.de
Hämophilie B [D67.0]
OMIM-Nummer: 306900, 300746 (Faktor IX-Gen)
Dipl.-Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Hämophilie B ist eine X-chromosomal-rezessiv vererbte Gerinnungsstörung, die durch den Mangel des
Gerinnungsfaktors IX bedingt ist. Sie ist die seltenere
Form der klassischen Hämophilien. Der Mangel an
Faktor IX führt zu einer Störung im intrinsischen Weg
der Gerinnungskaskade und zu den Symptomen einer
hämorrhagischen Diathese mit verlängerter aPPTZeit.
Phänotypisch ist die Hämophilie B nicht von einer
Hämophilie A (Faktor VIII-Mangel) unterscheidbar. Die
Abgrenzung beider Krankheitsbilder erfolgt durch die
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
biochemische Messung der jeweiligen Enzymaktivität.
Im Faktor IX-Gen sind über 1.000 Mutationen
bekannt, die zu einer Hämophilie B führen. In
Abhängigkeit von der Mutation kommt es zu einer
unterschiedlich starken Beeinträchtigung der
Enzymaktivität, so dass die Erkrankung in unterschiedliche Schweregrade eingeteilt wird.
- Schwere Hämophilie B: Faktor IX-Aktivität < 1%
- Mittelschwere Hämophilie B: Faktor IX-Aktivität
1-5%
- Milde Hämophilie B: Faktor IX-Aktivität 5-15%
- Subhämophilie B: Faktor IX-Aktivität 15-50%
Aufgrund der X-chromosomalen Vererbung sind vorwiegend Männer betroffen. Die Prävalenz wird auf
ca. 1:30.000 geschätzt. In seltenen Fällen können auch
heterozygote Anlageträgerinnen bei Vorliegen einer
ungleichen X-Inaktivierung Symptome ausprägen. Die
Therapie erfolgt durch intravenöse Substitution des
Faktors IX.
Indikation
V.a. Hämophilie B, Faktor IX-Defizienz
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Hämophilie B (ICD-10-Code: [D67.0])
Auftrag: Mutationssuche und MLPA-Analyse Faktor
IX-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons
des Faktor IX-Gens sequenziert. Der Nachweis von
Deletionen und Duplikationen erfolgt mittels MLPA.
Dauer der Untersuchung
2-4 Wochen
Literatur
Jenkins et al, Eur J Hum Genet 20(5) (2012) / Lippi et al, Ann
Med, 44: 405 (2012) / Konkle et al, Gene Reviews, NBK1495
(last Update 2011) / Oldenburg et al, Hämostaseologie 28:
335 (2008) / Mitchell et al, Haemophilia 11, 398–404 (2005) /
www.dhg.de
HDL-Mangel-Syndrom, primäres
(Hypoalphalipoproteinämie) [E78.6]
OMIM-Nummer: 604091, 606967 (LCAT), 107680
(APOA1), 600046 (ABCA1)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Wissenschaftlicher Hintergrund
Primäre Hypoalphalipoproteinämie (HDL-Cholesterin
< 10 mg/dl) wird durch eine Bildungs-, Reifungs- oder
Metabolisierungsstörung der HDL-Partikel hervorgerufen. Typisch für HDL-Mangelzustände sind das Auftreten von unreifen HDL-Vorstufen im Plasma und
Lipidablagerungen in parenchymatösen Organen und
der Cornea (Hornhauttrübungen, nicht zu verwechseln
mit Arcus lipoides). Im wesentlichen sind Mutationen
in 3 Genen für die Störung verantwortlich:
1) Lecithin-Cholesterin Acyltransferase (LCAT), ein
Glykoprotein, welches von der Leber gebildet und
sezerniert wird, ist für die Veresterung von freiem
Cholesterin im Plasma zuständig. Mutationen im
LCAT-Gen führen zu LCAT-Defizienz oder Fish Eye
Disease. Das Koronarrisiko ist bei homozygoten
Anlageträgern wahrscheinlich erhöht.
2) Apolipoprotein A-I (Apo A-I), ein Strukturprotein
der HDL-Partikel, ist der wichtigste Kofaktor für die
LCAT-Aktivierung. Apo A-I-Defizienz ist mit einem
deutlich erhöhten Risiko für KHK assoziiert.
3) ATP-binding Cassette Transporter 1 (ABCA1), ein
Membranprotein, ist am Cholesterin-Efflux aus der
Zelle beteiligt. Mutationen im ABCA1-Gen führen zu
der seltenen Tangier-Erkrankung mit orangefarbenen
Tonsillen, Hepatosplenomegalie und Neuropathie.
Das Koronarrisiko ist moderat erhöht (s. a. Tangier
Erkrankung).
Indikation
V.a. und DD primäre Hypoalphalipoproteinämie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: HDL-Mangel-Syndrom (ICD-10-Code:
[E78.6])
Auftrag: Mutationssuche LCAT-, APOA1- oder ABCA1Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden 6 Exons
des LCAT-Gens, 4 Exons des APOA1-Gens oder 49 Exons
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
des ABCA1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
je nach Gen ca. 4-8 Wochen
Literatur
Rader et deGoma, J Clin Endocrinol Metab 97:3399 (2012) /
Kunnen et Van Eck, J Lipid Res 53:1783 (2012) / Fitzgerald et
al, Atherosclerosis 211:361 (2010) / Kaminski et al, Biochim
Biophys Acta 1762:510 (2006) / Dastani et al, Atherosclerosis
185:127 (2006) / Pisciotta et al, Atherosclerosis 182:153
(2005) / Santamarina-Fojo et al in Scriver et al (eds): The
Metabolic and Molecular Bases of Inherited Disease, 8th Ed,
Chapter 118 (2001) / Tall in Scriver et al (eds): The Metabolic
and Molecular Bases of Inherited Disease, 8th Ed, Chapter 121
(2001) / Assman et al in Scriver et al (eds): The Metabolic and
Molecular Bases of Inherited Disease, 7th Ed, Chapter 122
(2001) / Klein et al, J Clin Invest 92:479 (1993) / Klein et al, J
Clin Invest 89:499 (1992)
Hepatische Lipase-Mangel, familiär [E78.4]
OMIM-Nummer: 614025, 151670 (LIPC)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Wissenschaftlicher Hintergrund
Familiärer Hepatische Lipase (HL)-Mangel ist eine seltene, autosomal-rezessiv vererbte Erkrankung des
Triglycerid-Metabolismus. Die Erkrankung wird verursacht durch Mutationen im LIPC-Gen. Die Patienten
präsentieren sich mit einer variablen Ausprägung von
Hypertriglyceridämie und milder Hypercholesterinämie. Stark hypertriglyceridämische Zustände können
zu eruptiven Xanthomen und Pankreatitis führen.
Patienten mit genetisch bedingtem HL-Mangel scheinen ein moderat erhöhtes Koronarrisiko zu haben. Die
Therapie erfolgt mit Diät und Triglycerid-senkenden
Medikamenten (Fibrate) oder Antioxidantien
(Nikotinsäure). In einigen Fällen wurden auch HMGCoA-Reduktase-Hemmstoffe erfolgreich eingesetzt.
Die Bedeutung der plasmatischen HL-Aktivität für die
Atherogenese bleibt indes unklar. Bei hypertriglyceridämischen Zuständen ist die HL-Aktivität
positiv mit Atherosklerose assoziiert, in hypercholesterinämischen Individuen konnte eine inverse
Korrelation nachgewiesen werden.
Indikation
DD von massiven Hypertrigyceridämien, rezidivierenden Pankreatitiden und eruptiven Xanthomen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: HL-Mangel (ICD-10-Code: [E78.4])
Auftrag: Mutationssuche LIPC-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 9 codierenden
Exons des LIPC-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3-4 Wochen
Literatur
Holleboom et al, Curr Opin Lipidol 19:385 (2008) / Ruel et al,
Arterioscler Thromb Vasc Biol 25:2600 (2005) / Tilly-Kiesi et al,
Metabolism 53:520 (2004) / Jansen et al, J Lipid Res 43:1352
(2002) / Brunzell et Deeb in Scriver et al (eds): The Metabolic
and Molecular Bases of Inherited Disease, 8th Ed, Chapter 117
(2001) / Cai et al, Biochemistry 28:8966 (1989)
Hereditäre Neuropathie mit Neigung zu
Drucklähmungen (Tomakulöse Neuropathie,
HNPP) [G60.9]
OMIM-Nummer: 162500, 601097 (PMP22)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei der autosomal-dominant vererbten HNPP handelt
es sich um eine rezidivierende, motorische und sensorische Neuropathie in einem einzelnen Nerv, mit
Beginn im frühen Erwachsenenalter, selten vor dem
20. Lebensjahr. Nach längerer Kompression eines
Nerven, z.B. nach längerer knieender Haltung, treten
bei den Patienten Attacken von Parästhesien (Kribbeln,
Pelzigkeit) im definierten Versorgungsgebiet des
betroffenen Nervenastes auf (Mononeuropathie, wie
z.B. Karpaltunnelsyndrom, Peroneallähmung mit Fußheberschwäche. In 50% der Fälle bilden sich die
Beschwerden nach einigen Tagen vollständig zurück,
bei ähnlichen inadäquaten Traumata wiederholen sich
die Druckparesen. Das Ausmaß der Beeinträchtigung ist
eher mild, eine Einschränkung der Lebenserwartung
besteht nicht. Sowohl symptomatische als auch
asymptomatische Betroffene zeigen in der elektrophysiologischen Untersuchung eine Verlängerung der
distalen Nervenleitungslatenzen. In der Nervenbiopsie
sind eine Demyelinisierung und fokale „wurstartige“
Vergrößerungen des Nerven (Tomacula) erkennbar.
Bei 80% der Patienten ist eine 1,5 Mb große Deletion
in der Chromosomenregion 17p11.2 nachweisbar, die
u.a. das PMP22-Gen einschließt. Diese sog. „HNPPDeletion“ entsteht in 20% der Fälle de novo.
Punktmutationen oder kleinere Deletionen im
PMP22-Gen werden bei 20% der Betroffenen gefunden.
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Indikation
V.a. HNPP (Hereditäre Neuropathie mit Neigung zu
Drucklähmungen)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: HNPP (ICD-10 Code: [Q60.9])
Auftrag: MLPA-Analyse PMP22-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird eine quantitative Analyse
der HNPP/CMT1A-Region, die u.a. das PMP22-Gen
beinhaltet, auf das Vorhandensein von Deletionen
oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
2 Wochen
Literatur
Rana et al, Int J Neurosci. 122:119 (2012) / Tinant et al, Rev
Med Liege 57:651 (2002) / Chance, Ann N Y Acad Sci 883:14
(1999) / Chance et al, 3:223 (1994) / Mariman et al, Hum Gen
92:87 (1993) / American Society of Human Genetics Board of
Directors, Am J Hum Genet 57:1233 (1995)
HIV-1-Wirtsresistenz [B23.8]
OMIM-Nummer: 609423, 601373 (CCR5), 601267
(CCR2), 600835 (SDF1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl.-Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das humane Immundefizienz-Virus Typ 1 (HIV-1) führt
in der Regel 10–15 Jahre nach Infektion zu AIDS
(Acquired immunodeficiency syndrome). AIDS ist eine
schwere Erkrankung des Immunsystems, die aufgrund
eines Funktionsverlusts der T4-Helferzellen zu kaum
beherrschbaren Infektionen mit Mikroorganismen
oder zu bösartigen Tumorerkrankungen führt.
Schätzungen der WHO gehen von weltweit 34
Millionen HIV-Infizierten aus, die potentielle
Virusüberträger sind. Der Eintritt des HI-Virus in die
Wirtszelle erfolgt über die Wechselwirkung mit seinem Hauptrezeptor CD4 und (abhängig von der Zelle)
einem der beiden Nebenrezeptoren CCR5 und CXCR4.
Beide Nebenrezeptoren sind membranständige
Chemokinrezeptoren, die nach Bindung eines
Liganden (SDF-1, MIP-1 bzw. RANTES) von der
Zelloberfläche heruntergeregelt werden. CCR2 ist
ebenfalls ein Chemokinrezeptor, dessen aberrante
168
Form an CCR5 bindet und auch zu einer
Herabregulierung führt. Dadurch wird die
Virusaufnahme verringert.
Genetische Varianten (Polymorphismen) sowohl in
den Chemokinrezeptoren, als auch in den Chemokinen selbst, sind mit individuellen Unterschieden
bezüglich der Suszeptibilität für eine HIV-1-Infektion
und auf das Ansprechen einer HIV-Therapie (siehe
Pharmakogenetik) assoziiert. Etwa 25–30% der HIVinfizierten Langzeitüberlebenden (>15 Jahre ohne
AIDS) sind Anlageträger für den CCR5-delta32bpPolymorphismus (rs333). Obwohl 1–5% der nicht-infizierten, HIV-exponierten Bevölkerung homozygot für
diese Variante sind, wird diese 32bp-Deletion kaum
bei HIV-Infizierten gefunden (<0,1%). Auch
Heterozygotie scheint einen gewissen Schutz vor HIVInfektion zu bieten, da in der HIV-1-infizierten
Population weniger Heterozygote vorkommen als in
der Normalbevölkerung. Auch der Ausbruch von AIDS
wird um 2–4 Jahre verzögert. Auch der V641IPolymorphismus im Membranrezeptor CCR2 (rs
1799864) sowie der 3`A-Polymorphismus im löslichen
Kofaktor SDF1 (rs1801157) scheinen das Infektionsrisiko und den Krankheitsverlauf zu beeinflussen,
wodurch sich die individuell sehr unterschiedlichen
klinischen Verläufe erklären. Der protektive Effekt von
SDF1 ist beispielsweise besonders ausgeprägt in
Individuen, die schon lange mit HIV-1 infiziert sind.
Durch Bestimmung der genetischen Varianten lässt
sich eine Aussage über die individuelle Disposition für
eine HIV-1-Infektion und das Therapiemanagement
ableiten. Auch das HLA-System scheint bei der
Progression von AIDS eine Rolle zu spielen. Zum
Einfluss von HLA-Subtypen auf die Prognose bei einer
HIV-Infektion siehe Immungenetik.
Indikation
Personen mit erhöhtem HIV-1-Expositionsrisiko sowie
HIV-1-Infizierte zur Abschätzung der Prognose und
Therapiemöglichkeiten in Ergänzung zu den
Verlaufsparametern CD4/CD8-Zellen und Virus-load.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: HIV-Wirtsresistenz (ICD-10-Code: [B23.8])
Auftrag: CCR5-Δ-32 bp-/ CCR2-V64I-/ SDF1-3´APolymorphismen
Hinweis:Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird jeweils ein Abschnitt des
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
CCR5-, CCR2- und SDF1-Gens amplifiziert. Der
Nachweis der Polymorphismen erfolgt durch
Restriktionsanalyse.
Dauer der Untersuchung
2 Wochen
Literatur
Hendrickson et al, J Acquir Immune Defic Syndr 48:263 (2008)
/ Suresh et al, J Clin Immunol 26:476 (2006) / Kumar et al,
Indian J Exp Biol 44:683 (2006) / Heeney et al, Science 313:462
(2006) / Marmor et al, Urban Health 83:5 (2006) / Kaslow et
al, J Infect Dis 191:S68 (2005) / Faure et al, Acquir Immune
Defic Syndr 32:335 (2003) / McDermott et al, AIDS 14:2671
(2000) / O’Brien et al, AIDS 14:821 (2000) / Smith et al,
Science 277:959 (1997) / Feng et al, Science 272:872 (1996) /
Liu et al, Cell 86:367 (1996) / Dean et al, Science 273:1856
(1996) / Wain-Hobsin et al, Nature 384:1117 (1996)
HNF1B-assoziierte kongenitale Fehlbildungen
der Nieren und ableitenden Harnwege
(CAKUT) [Q63.9]
OMIM-Nummer: 137920, 189907 (HNF1B)
Dr. med. Julia Höfele
Wissenschaftlicher Hintergrund
Angeborene Fehlbildungen der Nieren und ableitenden Harnwege (Congenital Anomalies of the Kidney
and Urinary Tract, CAKUT) werden bei ca. 3-6 auf
1.000 Neugeborene beobachtet und sind die
Hauptursache für chronisches Nierenversagen im
Kindesalter. Es konnten Mutationen in mehreren
Genen identifiziert werden, die mit CAKUT assoziiert
sind. CAKUT umfasst ein großes Spektrum an strukturellen und funktionellen Malformationen, was zu
einer defekten Morphogenese der Nieren und/oder
ableitenden Harnwege führt. Das phänotypische
Spektrum reicht von vesikoureteralem Reflux bis hin
zur Nierenagenesie.
HNF1B, ein Transkriptionsfaktor, wird als essentieller
Faktor für die embryonale Entwicklung der Nieren und
der ableitenden Harnwege, des Pankreas und der
Leber angesehen. Mutationen und Deletionen in dem
dafür codierenden HNF1B-Gen werden u.a. bei
Patienten mit bilateralen Nierenfehlbildungen
(Nierenhypoplasie, multizystisch dysplastische Nieren
(MCDK), Zystennieren und Einzelnieren) sowie bei
Patienten mit einem MODY-Diabetes Typ 5 beobachtet. Desweiteren gibt es erste Hinweise für eine oligogene Vererbung bei Patienten mit autosomal-dominanter polyzystischer Nierenerkrankung (ADPKD),
d.h. es ist sowohl eine Mutation im PKD1-, als auch im
HNF1B-Gen nachweisbar. Dieser Erbgang könnte die
intrafamiliäre Variabilität bei ADPKD erklären.
Indikation
Fehlbildungen der Nieren und der ableitenden
Harnwege (CAKUT)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Sonstige angeborene Fehlbildungen der
Niere [Q63.9]
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche im HNF1B-Gen
und/oder
Stufe II: MLPA-Analyse im HNF1B-Gen
Normaler Postweg (Transport nicht zeitkritisch)
Material
2-3 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons des HNF1B-Gens einschließlich
Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des HNF1B-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2-3 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Bergmann et al, J AM Soc Nephrol 22:2047 (2011) / Saisawat
et al, Kidney Int 81:196 (2011)
Hörverlust, autosomal-rezessiv,
nicht-syndromal [H91.9]
OMIM-Nummer: 220290, 121011 (GJB2), 604418
(GJB6)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die kongenitale sensorineurale Taubheit wird in der
Literatur mit einer Inzidenz von 1-4 von 1000 beziffert. Der Anteil genetisch bedingter, sensorineuraler
Taubheit beträgt 50%. 70% der genetisch bedingten
Taubheit ist nicht-syndromal und 30% syndromal.
80% der nicht-syndromischen Fälle werden autosomal-rezessiv vererbt. Mutationen im GJB2-Gen sind
in bis zu 50% aller autosomal-rezessiven und in bis zu
35% der sporadischen Fälle von Taubheit ursächlich.
Das Genprodukt, Connexin 26, ist ein essentieller
Bestandteil der Gap-Junctions und somit an der
Ausbildung der Zell-Zell-Verbindung beteiligt.
Die häufigste Mutation im GJB2-Gen, die Deletion
eines Guanins (35delG), führt zum funktionellen
Verlust eines Allels. Sie ist in ca. 60-80% der mutanten
Allele nachweisbar und kommt in der Gesamtbevölkerung mit einer Allelfrequenz von ca. 1% vor.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
mod. nach Pagon RA, Adam MP, Bird TD, et al., editors.Seattle (WA): University of Washington, Seattle; 1993-2013.
Inzwischen sind mehrere Mutationen bekannt und
genügend klinische und genetische Daten verfügbar,
die es ermöglichen, eine Genotyp-PhänotypKorrelation herzustellen. Eine Deletion im GJB6-Gen
(Gap-Junction Protein Connexin 30), del(GJB6D13S1830) kann ebenfalls ursächlich für autosomalrezessiv vererbte, nicht-syndromale Taubheit sein,
insbesondere in Kombination mit heterozygoten
GJB2-Mutationen. Abgesehen davon sind Mutationen
in über 40 weiteren, seltener betroffenen Genen
bekannt, die zur autosomal-rezessiv oder autosomaldominant vererbten, nicht-syndromalen Taubheit
führen können. Darüber hinaus sind über 100 mit
Taubheit assoziierte genetische Syndrome beschrieben.
Zu den nicht-syndromalen Erscheinungsformen der
Taubheit zählt auch der irreversible Hörverlust als
schwerwiegende Komplikation bei der Behandlung
mit Aminoglykosid-Antibiotika wie Streptomycin,
Gentamicin und Kanamycin. Hierbei spielen Varianten
in den maternal vererbten mitochondrialen Genen
eine wichtige Rolle. Ein Basenaustausch an den
Positionen 1494 (C->T) und 1555 (A->G) des mitochondrialen 12S rRNA-Gens ist mit dem Risiko
Aminoglykosid-induzierter Taubheit (s. Kap. Pharmakogenetik, Medikamenten-induzierte Taubheit) assoziiert. Der Wirkungsmechanismus der Aminoglykoside
beruht auf der irreversiblen Bindung an die verwandte 30S- Untereinheit der bakteriellen Ribosomen, die
zu einer Störung der Proteinbiosynthese führt. Auch
Mutationen der mitochondrialen Cytochrom C
Oxidase-Untereinheit I (MTCO1-Gen) sind mit einem
170
erhöhten Risiko für Aminoglykosid-induzierte Taubheit sowie mit einem nicht-syndromischen, sensorineuralen Hörverlust assoziiert. Eine kombinierte
Anlageträgerschaft der 12s rRNA-A1555G- und
MTCO1-G7444A-Mutation scheint dabei das höchste
Risiko für einen Hörverlust zu bergen. Kürzlich konnten darüber hinaus seltenere Mutationen im mitochondrialen tRNA(Ser(UCN))-Gen im Zusammenhang
mit Aminoglykosid-induziertem Hörverlust identifiziert werden (s. auch Kapitel Pharmakogenetik).
Indikation
Unklare Schwerhörigkeit, Untersuchung fraglicher
Überträger
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Taubheit (ICD-10 Code: [H91.9])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche GJB2-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik GJB6-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Analyse der mitochondrialen Gene 12S rRNA und
MTCO1 s. Pharmakogenetik
Material
1 ml EDTA-Blut
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden beide Exons
des GJB2-Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird zum
Deletionsnachweis ein Abschnitt des GJB6-Gens
mittels Multiplex-PCR amplifiziert und über
Gelelektrophorese analysiert.
Es besteht die Möglichkeit einer erweiterten
Diagnostik mittels Next Generation Sequencing (NGS)
(s. Kap. Neue Technologien). Die Untersuchung mit
NGS ist keine Regelleistung der Krankenkassen; vor
der Untersuchung muss daher eine Kostenübernahme
bei der Krankenversicherung beantragt werden.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: 1 Woche
Literatur
Mani et al, Europ J of Hum Genet 17:502 (2009) / Petersen et
al, Clin Genet 69:371 (2006) / Snoeckx et al, Am J Hum Genet
77:945 (2005) / Cryns et al, J Med Genet 41:147 (2004) /
Pallares-Ruiz et al, Eur J Hum Genet 10:72 (2002) / Rabionet
et al, Hum Genet 106:40 (2000) / Murgia et al, J Med Genet
36:829 (1999) / Lench et al, Lancet 351:415 (1998)
Hypercholesterinämie, familiär (FH) [E78.0]
OMIM-Nummer: 143890, 107730 (APOB), 606945
(LDLR), 603813 (ARH)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Wissenschaftlicher Hintergrund
FH ist mit einer Häufigkeit von 1:500 eine der häufigsten monogenen Erkrankungen. Die klassische Form
der FH folgt einem autosomal-dominanten Erbgang
und ist durch eine Erhöhung v.a. des LDL-Cholesterins
(LDL-C) im Serum gekennzeichnet (LDL-C bei Heterozygoten 250-400 mg/dl, bei Homozygoten >600 mg/dl).
Darüber hinaus wurden Mutationen in einem LDLAdaptor-Protein identifiziert, die mit einer autosomalrezessiven Form von FH (ARH) assoziiert sind.
Schätzungen zufolge beruhen ca. 15% der klinisch diagnostizierten FH-Fälle auf Mutationen im ARH-Gen.
Die LDL-C-Konzentration im Blut wird durch die
Interaktion von LDL mit dem LDL-Rezeptor (Apo B/Eoder LDLR) reguliert. Zum Phänotyp der FH zählen
Haut- und Sehnen-Xanthome sowie ein Arcus lipoides,
die bei homozygoten Merkmalsträgern der autosomal-dominanten Form bereits im Kindesalter auftreten können. Unbehandelt führt homozygote FH durch
Myokardinfarkt oft vor dem 30. Lebensjahr zum Tod,
bei Heterozygoten ist eine symptomatische
Koronargefäßerkrankung vor dem 50. Lebensjahr
wahrscheinlich. Über 400 Mutationen im LDLR-Gen
sind als ursächlich für die autosomal-dominante Form
der FH beschrieben. Der LDLR-Mutationsnachweis
kann intensivere therapeutische Maßnahmen (z.B.
Lipidapherese) rechtfertigen, falls medikamentöse
Maßnahmen nicht ausreichen. Die Therapie von
homozygoten Anlageträgern von ARH-Mutationen
entspricht der von LDLR-Mutationen. Auch
Mutationen im APOB-Gen (FLDB) können klinisch das
Bild einer FH hervorrufen.
Vereinfachte Darstellung des extrazellulären Lipidstoffwechsels: Mutationen im LDL-Rezeptor-Gen oder dessen wichtigstem
Liganden ApoB führen aufgrund mangelnder Clearance zu einer Akkumulation von ApoB-haltigen Lipoproteinen (v.a. LDL) in der
Zirkulation. Da die Versorgung der Zelle mit Cholesterin nicht ausreichend gewährleistet ist, läuft die endogene
Cholesterinbiosynthese (gesteuert über das Schrittmacherenzym HMG-CoA-Reduktase) maximal stimuliert und führt zu einem
weiteren Anstieg des extrazellulären LDL-C. Aufgrund der verlängerten Verweildauer der LDL-Partikel in der Zirkulation kommt
es zur Oxidation/ Modifikation der Lipide gefolgt von einer Immunantwort durch Makrophagen. Die Folge ist die subendotheliale Bildung von Schaumzellen und Plaques in den Gefäßen (Atherosklerose).
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Indikation
V.a. und DD FH, bei entsprechender Klinik und LDL-C >
250 mg/dl, Therapie- indikation Lipidapherese.
Sekundäre Fettstoffwechselstörungen (z.B. nahrungsinduzierte „familiäre“ pseudoheterozygote Hyperlipidämie oder Hypothyreose) sollten zuvor ausgeschlossen werden.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Familiäre Hypercholesterinämie
(ICD-10 Code: [E78.0])
Auftrag:
Stufe I: APOB-R3500Q/R3531C Genotypisierung
und/oder
Stufe II: Mutationssuche LDLR-Gen
und/oder
Stufe III: MLPA-Analyse LDLR-Gen
und/oder
Stufe IV: Mutationssuche ARH-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden zwei Abschnitte
des APOB-Gens amplifiziert. Der Mutationsnachweis
erfolgt durch Sonden-Hybridisierung und Schmelzkurvenanalyse (Lightcycler-Assay) bzw. durch
Restriktionsanalyse.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 18 Exons
des LDLR-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des LDLR-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Stufe IV: Aus genomischer DNA werden alle 9 Exons
des ARH-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 1 Woche
Stufe II: weitere 4 Wochen
Stufe III: weitere 2 Wochen
Stufe IV: weitere 3-4 Wochen
Literatur
McCrindle, Curr Opin Lipidol 23:525 (2012) / Raal et Santos,
Atherosclerosis 223:262-8 (2012) / Bender et al, Pathology
44:122 (2012) / Descamps et al. Atherosclerosis 218:272
(2011) / van der Graaf et al, J Inherit Metab Dis 32:699 (2009)
/ Ejarque et al, Transl Res 151:162 (2008) / Tosi et al,
Atheriosclerosis 194:102 (2007) / Newson et Humphries, Eur J
172
Hum Genet 13:401 (2005) / Garcia et al, Science 292:1394
(2001) / Goldstein et al in Scriver et al (eds): The Metabolic
and Molecular Bases of Inherited Disease, 8th Ed, Chapter 120
(2001)
Hyperoxalurie, primäre, Typ 1 (PH1) [E74.8]
OMIM-Nummer: 259900, 604285 (AGXT)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die primäre Hyperoxalurie Typ 1 ist eine seltene autosomal-rezessive Erkrankung mit einer populationsabhängigen Inzidenz von 1:100.000 - 1:250.000. Die
Erkrankung tritt am häufigsten bei Arabern, in
Tunesien und im Iran auf. Sie manifestiert sich zwischen dem ersten und dem 25. Lebensjahr durch
Nephrolithiasis und Nephrokalzinose infolge der
Ablagerung von Calciumoxalat in den Harnwegen und
dem Nierenparenchym und führt unbehandelt zum
terminalen Nierenversagen. Bei 10% der Patienten
wird die Diagnose innerhalb der ersten sechs
Lebensmonate anhand einer Gedeihstörung, Nephrokalzinose, Anämie und einer metabolischen Azidose
gestellt. Ursache ist die Defizienz des peroxisomalen
Enzyms Alanin-Glyoxylat-Aminotransferase (AGT),
das die Umwandlung von Glyoxylat zu Glycin in der
Leber katalysiert. Beim Fehlen von AGT wird Glyoxylat
in Oxalat umgewandelt, welches sich als unlösliches
Calciumsalz in der Niere und anderen Organen ablagert. Labordiagnostisch ergeben sich Hinweise aus
dem Verhältniss von Oxalsäure zu Kreatinin im Urin,
der Oxalsäure-Konzentration im Plasma und der
Aktivität von AGT in einer Leberbiopsie.
Einzig bekannte Ursache für die Erkrankung sind
Mutationen im AGXT-Gen, welches aus 11 Exons
besteht und in 2 normalen Allelzuständen vorkommt:
- Major-Allel (Frequenz von ca. 80% bei
Kaukasiern)
- Minor-Allel (Frequenz von ca. 20% bei
Kaukasiern, 2% bei Japanern und 3% in der
schwarzen Bevölkerung Südafrikas)
Die beiden Allele unterscheiden sich durch das
Vorhandensein von drei Polymorphismen im MinorAllel. 50% aller Betroffenen weisen zusätzlich zu einer
kausativen Mutation mindestens ein Minor-Allel auf.
Bisher sind 150 verschiedene Mutationen beschrieben, die Hälfte davon sind Missense-Mutationen,
daneben aber auch translationale Stopmutationen
und größere genomische Rearrangements. Bei 90%
der Patienten kann mindestens eine AGXT-Mutation
nachgewiesen werden. Das Genprodukt AGT wird in
der Leber synthetisiert und ist in den Peroxisomen
lokalisiert. Eine häufige Mutation p.Gly170Arg kommt
in 25-40% aller PH1-Allele auf dem genetischen
Hintergrund des Minor-Allels vor. Dadurch werden
90% der Aminotransferase, die normale katalytische
Aktivität aufweist, in die Mitochondrien anstatt in die
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Cytosol
L-Glycerat
LDH
GR
PH1
Pyruvat
Alanin
AGT
Glycolat
X
Glyoxylat
Glycin
DAO
D-glycerat
Peroxisom
X
erhöht
in PH2
Hydroxypyruvat
2-Oxoglutarat/ Glutamat/ PH1 Glycolaldehyd
Pyruvat
Alanin
GGT
Go
Go
Oxalat
Glycin
Glyoxylat
GR
X
Glycolat
erhöht
in PH1
Oxalat
erhöht
in PH1 + PH2
LDH
LDH
Stoffwechselwege von Oxalat, Glyoxylat und Glycolat in der Leberzelle und Enzymdefizienzen bei PH1 und
PH2. AGT = Alanin-Glyoxylat-Aminotransferase, GR = D-Glycerat-Dehydrogenase / Glyoxylatreduktase.
Peroxisomen fehlgeleitet, wobei sie dort keinen
Kontakt mit ihrem Substrat haben. 50% aller
Patienten weisen ein komplettes Fehlen von AGT auf,
in 20% wird ein funktionell inaktives Enzym synthetisiert, und in seltenen Fällen wird ein Enzym mit verminderter Aktivität produziert, das mit einer milden
Verlaufsform assoziiert ist. Heterozygote Anlageträger
sind asymptomatisch.
Differentialdiagnostisch ist die Primäre Hyperoxalurie
Typ 2 (PH2) zu nennen, die durch eine Defizienz des
Enzyms Glyoxylat-Reduktase (GR) verursacht wird. GR
katalysiert die Reduktion von Glyoxylat und
Hydroxypyruvat und wird vom GRHPR-Gen codiert.
PH2 ist seltener als PH1. Die Diagnose einer PH2 kann
durch die Bestimmung der Enzymaktivität von GR in
der Leber gestellt werden.
Primäre Hyperoxalurie Typ 3 (PH3) ist bei 5% der
Patienten durch erhöhtes Oxalat und Glykolat
gekennzeichnet, wobei die Enzymaktivitäten von AGT
und GR normal sind. Ursache für PH3 sind Mutationen
im HOGA1-Gen, das für 2-Keto-4-Hydroxy-GlutaratAldolase codiert.
Indikation
V.a. und DD Hyperoxalurie, Nephrolithiasis und
Nephrokalzinose
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Primäre Hyperoxalurie Typ 1 (PH1)
(ICD-10 Code: [E74.8])
Auftrag:
Stufe I: Mutation p.Gly170Arg, AGXT-Gen
und/oder
Stufe II: Mutationssuche AGXT-Gen
und/oder
Stufe III: Deletionsdiagnostik AGXT-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird Exon 4 des AGXTGens einschließlich Spleißstellen sequenziert und auf
die Mutation p.Gly170Arg untersucht.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die restlichen
10 Exons des AGXT-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des AGXT-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 1 Woche
Stufe II: weitere 2 Wochen
Stufe III: weitere 2 Wochen
Literatur
Williams et al, Hum Mutat 30:910 (2009) / Williams and
Rumsby, Clin Chemistry 53:1216 (2007) / Coulter-Mackie et
Lian, Mol Genet Metab 89:349 (2006) / Danpure et al, Am J
Nephrol 25:303 (2005) / Monico et al, Kidney Int 67:1704
(2005) / Coulter-Mackie et Rumsby, Mol Genet Metab 83:38
(2004) / Pirulli et al, J Nephrol 16:297 (2003) / Lumb and
Danpure, J Biol Chem 275:36415 (2000) / Amoroso et al, Hum
Genet 104:441 (1999)
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Hypobetalipoproteinämie, familiär (FHBL)
[E78.6]
OMIM-Nummer: 605019, 107730 (APOB)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Wissenschaftlicher Hintergrund
Familiäre Hypobetalipoproteinämie ist eine heterogene Gruppe autosomal-dominanter Störungen des
Stoffwechsels von Apolipoprotein B-haltigen Lipoproteinen, die auf funktionsgestörte Varianten von
Apo B zurückgehen. Apo B als wichtigster Bestandteil
von LDL und VLDL spielt einerseits für die hepatische
Synthese ("Assembly") von VLDL eine wichtige Rolle,
andererseits als Ligand für den APO B/E- bzw. LDLRezeptor für die Wiederaufnahme von LDL durch die
Leber. Aufgrund der unterschiedlichen Eigenschaften
der mutanten, zum größten Teil verkürzten Apo BPolypeptide ist der klinische Phänotyp sehr variabel
und kann in seltenen Fällen (Null-Allel-Varianten des
APOB-Gens) der Abetalipoproteinämie ähneln.
Ursache der Erkrankung sind Mutationen im APOBGen, die meist zur Expression eines trunkierten Apo BProteins führen. Dabei korreliert die hepatische
Sekretionsrate von Apo B-haltigen Lipoproteinen mit
der Länge der verkürzten Polypeptide. Heterozygote
Anlageträger (Häufigkeit ca. 1:3.000) zeigen bis auf
moderat reduzierte Serum-Cholesterin- oder Triglycerid-Konzentrationen und eine Abschwächung der
Sehnenreflexe kaum klinische Auffälligkeiten.
Behandlungsbedürftig sind nur Zustände, die mit
merklichen neurologischen Störungen einhergehen.
In diesen Fällen wird entsprechend der
Abetalipoproteinämie mit diätetischen Maßnahmen
und einer Substitution von Vitamin A und E behandelt.
Heterozygote Anlageträger haben aufgrund der reduzierten LDL- und VLDL-Spiegel ein eher geringeres
Koronarrisiko als die Normalbevölkerung.
Indikation
V.a. und DD FHBL, Hypocholesterinämie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: FHBL (ICD-10-Code: [E78.6])
Auftrag: Mutationssuche APOB-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 29 Exons des
APOB-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
174
Dauer der Untersuchung
4-6 Wochen
Literatur
Burnett et al, Eur J Hum Genet 20 (2012) / Tarugi et Averna,
Adv Clin Chem 54:81 (2011) / Tarugi et al, Atherosclerosis
195:e19 (2007) / Di Leo et al, J Med Genet 8: (2006) / Parhofer
et Barrett, J Lipid Res 47:1620 (2006) / Yue et al, Hum Mutat
20:116 (2002) / Tarugi et al, J Lipid Res 42:1552 (2001) / Kane
et Havel, in Scriver CR et al. (eds): The Metabolic and
Molecular Bases of Inherited Disease, 8th Ed. Chapter 115
(2001) / Wu et al, J Lipid Res 40:955 (1999)
Hypochondrogenesie [Q77.0]
OMIM-Nummer: 200610, 120140 (COL2A1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei der Hypochondrogenesie handelt sich um ein
autosomal-dominant vererbtes Leiden, welches in
der Regel sporadisch (seltener familiär) auftritt. Als
ursächlich können in den meisten Fällen Mutationen
im COL2A1-Gen nachgewiesen werden, die zu einem
Mangel an Typ II-Kollagen führen. Neugeborene mit
Hypochondrogenesie sind in der Regel durch einen
kurzen Oberkörper und kurze Extremitäten gekennzeichnet. Der Kopf ist oft überproportional groß und
oval geformt, die Gesichtskontur ist flach mit weit
auseinanderstehenden Augen. Die klinische Abgrenzung zur Achondrogenesie ist schwierig, da es sich
vermutlich nur um unterschiedliche Schweregrade
des gleichen Syndroms handelt. Der Formenkreis dieser Bindegewebserkrankungen wird gemeinsam mit
Achondrogenesie, Spondylo-epiphysärer Dysplasie,
Kniest-Syndrom und Stickler-Syndrom auch unter dem
Begriff Kollagen Typ II-Erkrankungen zusammengefasst. Kollagen Typ II ist ein wichtiger Bestandteil
der Knochen, des Knorpels und des Bindegewebes,
Störungen der Synthese oder des Einbaus von
Kollagen II führen in der Regel zu Skelettdysplasien.
Die gemeinsame molekulare Ursache dieser Erkrankungen sind Mutationen im COL2A1-Gen. Obwohl
es zum gegenwärtigen Zeitpunkt noch schwierig ist,
eine klare Genotyp-Phänotyp-Zuordnung zu treffen,
sind für die Hypochondrogenesie vor allem
Glycinsubstitutionen in der Tripel-Helix-Domäne
ursächlich.
Indikation
Neugeborene und Kinder mit entsprechenden
Symptomen.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: HCG (ICD-10 Code: [Q77.0])
Auftrag: Mutationssuche COL2A1-Gen
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
molek_parameter_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:57 Seite 175
Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 54 Exons des
COL2A1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
4 Wochen
Literatur
Nishimura et al, Hum Mutat 26:36 (2005), Mayer et Marschall,
J Lab Med 29:162 (2005) / Körkkö et al, Am J Med Genet 92:95
(2000) / Williams et al, Hum Mol Genet 4:309 (1995) / Chan et
al, J Biol Chem 268:15238 (1993)
Hypochondroplasie (HCH) [Q77.4]
OMIM-Nummer: 146000, 134934 (FGFR3)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl.-Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Hypochondroplasie (HCH) ist ein autosomaldominant vererbtes, disproportioniertes Kleinwuchssyndrom, welches sich wie die Achondroplasie vor
allem durch eine rhizomele Verkürzung der
Gliedmaßen auszeichnet. Die Ausprägungsform ist
jedoch deutlich milder als bei der Achondroplasie und
anderen FGFR3-Erkrankungen. Bei HCH-Patienten
kommt es nicht zu einer Deformation der Tibia, die
Fibula ist nicht verlängert und die Wachstumskurven
überlappen mit denen normaler Kinder.
Die Erkrankung wird durch Mutationen im Fibroblasten-Wachstumsfaktor-Rezeptor 3-Gen (FGFR3)
verursacht, die entweder zur direkten Aktivierung
oder zur Dimerisierung des Rezeptors und somit zu
dessen konstitutiver Aktivierung führen ("Gain of
Function"). Über verschiedene Signaltransduktionswege kommt es zu einer Dysregulation der enchondralen Ossifikation und somit zu einer Wachstumshemmung. Es wird vermutet, dass die im Zusammenhang mit HCH beobachteten Mutationen im Vergleich
zu Mutationen, die mit Achondroplasie assoziiert sind,
zu einer schwächeren Aktivierung der Tyrosinkinase
des Rezeptors führen. In ungefähr 70% der HCH-Fälle
können ursächliche Mutationen im FGFR3-Gen nachgewiesen werden. Es ist jedoch auch genetische
Heterogenität bekannt.
Indikation
V.a. und DD HCH, Pränataldiagnostik zur Differentialdiagnose bei auffälligem Ultraschall
Schematische Darstellung der Domänen des FGFR3Proteins, der Verankerung des Proteins in der
Zellmembran und die Lokalisation der Mutationen im
Protein (modifiziert nach Hilbert et al, Monatsschr
Kinderheilkd 146:687 (1998))
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: HCH (ICD-10-Code: [Q77.4])
Auftrag: Mutationssuche FGFR3-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird Exon 13 des
FGFR3-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die Exons 3, 5,
6, 7, 9, 10, 15 und 16 des FGFR3-Gens einschließlich
Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 1 Woche
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Heuertz et al, Eur J Hum Genet 14:1240 (2006) / Zabel, medgen 16:8 (2004) / Van Esch et al, Genet Counsel 15:375 (2004)
/ Wilkin in: The Metabolic & Molecular Basis of Inherited
Disease 5379 (2001) / Vajo et al, Endocr Rev 21:23 (2000) /
Shiang et al, Cell 78:335 (1994) / Rousseau et al, Nature
371:252 (1994)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Joubert-Syndrom [Q04.3]
OMIM-Nummer: 213300, 613037 (INPP5E), 608091,
613277 (TMEM216), 608629, 608894 (AHI1), 609583,
607100 (NPHP1), 610188, 610142 (CEP290/NPHP6),
610688, 609884 (TMEM67/NPHP11), 611560, 610937
(RPGRIP1L/NPHP89), 612291, 608922 (ARL13B),
612285, 612013 (CC2D2A), 613820, 612014
(TTC21B/NPHP12), 200990, 611254 (KIF7), 614173,
609863 (TCTN1)
Dr. med. Julia Höfele
Wissenschaftlicher Hintergrund
Beim Joubert-Syndrom (JBTS) handelt es sich um eine
autosomal-rezessive Erkrankung, die durch angeborene
Fehlbildungen des Hirnstamms und Agenesie/
Hypoplasie des Kleinhirnwurms (“molar tooth sign” in
der Magnetresonanztomographie) gekennzeichnet
ist. Häufige Symptome in der Neonatalperiode sind
eine Tachy-/Dyspnoe, Nystagmus, vertikale Blicklähmung und Muskelhypotonie. Später kann eine
zerebelläre Ataxie mit Verzögerung der motorischen
Entwicklung beobachtet werden. Die kognitive
Entwicklung der Patienten kann von normaler
Intelligenz bis hin zu schweren Defiziten reichen. In
einigen Fällen kann das JBTS mit Nephronophthise
(17-27% der Fälle), Sehnervkolobom, Leberfibrose
und Polydaktylie assoziiert sein. Die Häufigkeit für das
Auftreten von JBTS wird mit ca. 1:100.000 angegeben.
Das JBTS weist eine große Genlocus-Heterogenität
auf. Bisher konnten Mutationen in multiplen Genen
identifiziert werden, eine Mutationsanalyse ist daher
umfangreich. Ähnlich der Nephronophthise wird das
Joubert-Syndrom zu den sogenannten Ziliopathien
gezählt. Zilien sind spezielle Zellfortsätze, die unterschiedliche Aufgaben erfüllen. Sie dienen u.a. als
Mechano-, Chemo- und Osmosensoren. Desweiteren
spielen sie eine entscheidende Rolle bei zahlreichen
Signalwegen und sind für eine adäquate Organentwicklung, die Aufrechterhaltung der Gewebehomöostase und bei grundsätzlichen Entwicklungsprozessen wichtig.
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Normaler Postweg (Transport nicht zeitkritisch)
Material
2-3 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des NPHP1-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons der Gene AHI1, ARL13B, CC2D2A, CEP290,
INPP5E, KIF7, NPHP1, OFD1, RPGRIP1L, TCTN1, TCTN2,
TMEM67, TMEM216 und TTC21B einschließlich
Spleißstellen nach Anreicherung durch Sondenhybridisierung mittels Next Generation Sequencing
(NGS) untersucht.
Die Untersuchung mit NGS ist keine Regelleistung der
Krankenkassen; vor der Untersuchung muss daher
eine Kostenübernahme bei der Krankenversicherung
beantragt werden.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 4-8 Wochen
Literatur
Wolf & Hildebrandt, Pediatr Nephrol 26:181 (2011) /
Boltshauser & Isler, Neuropädiatrie 8:57 (1977) / Joubert et
al, Neurology 19:813 (1969)
Indikation
V.a. Joubert-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Joubert-Syndrom (ICD-10-Code: [Q04.3])
Auftrag:
Stufe I: Deletionsanalyse des NPHP1-Gens
und/oder
Stufe II: Mutationsanalyse der Gene AHI1, ARL13B,
CC2D2A, CEP290, INPP5E, KIF7, NPHP1, OFD1,
RPGRIP1L, TCTN1, TCTN2, TMEM67, TMEM216 und
TTC21B
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Kardiomyopathie, familiär dilatative Form
(DCM) [I42.0]
OMIM-Nummer: 115200, 150330 (LMNA), 613426,
160760 (MYH7), 615396, 600958 (MYBPC3), 601494,
191045 (TNNT2)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die dilatative Kardiomyopathie (DCM) ist durch die
Dilatation und eingeschränkte Kontraktion des linken
oder beider Ventrikel charakterisiert. Die Prävalenz
liegt bei ungefähr 1:2.500. Meist geht die Erkrankung
mit einer progredienten Herzinsuffizienz einher. Die
DCM ist in der Regel mittels Echokardiographie darstellbar. Es besteht ein deutlich erhöhtes Risiko für
Arrhythmien, Thromboembolien und plötzlichen
Herztod. Obwohl die Therapie sich verbessert hat,
wurden 5-Jahres-Überlebensraten von 36-80%
ermittelt. Bei der terminalen Herzinsuffizienz ist oft
eine Herztransplantation indiziert. Es konnte gezeigt
werden, dass nur die Hälfte der DCM-Fälle mit scheinbar unklarer Ursache tatsächlich idiopathisch sind
(IDCM) und nicht sekundär auf anderen Primärerkrankungen basieren. Folglich ist es wichtig, vor der
Veranlassung einer genetischen Diagnostik eine sekundäre DCM möglichst vollständig auszuschließen. In bis
zu 35% der Fälle ist die IDCM genetisch bedingt
(FDCM) und meist autosomal-dominant vererbt. Die
frühe Identifikation von Anlageträgern ist essentiell,
um den Verlauf der Erkrankung positiv zu beeinflussen.
Die genetischen Ursachen der IDCM/FDCM sind
heterogen; inzwischen sind über 30 ursächliche Gene
bekannt. Vor über zehn Jahren wurden bereits
Mutationen im LMNA-Gen, das für Strukturproteine
der inneren Zellkernmembran codiert, im Zusammenhang mit DCM identifiziert. Eine große Studie ergab,
dass ca. 6-8% der IDCM/FDCM-Patienten Mutationen
in LMNA tragen. Gehäuft wurden außerdem Veränderungen in verschiedenen Sarkomer-Proteinen als
Ursache der IDCM/FDCM nachgewiesen. Ungefähr ein
Viertel aller Fälle tragen Mutationen in den Genen der
schweren Kette des ß-Myosins (MYH7), des Myosinbindeproteins-C (MYBPC3) und des Troponins T
(TNNT2). Mutationen in diesen Genen wurden zwar
wesentlich häufiger im Zusammenhang mit HCM
beschrieben, inzwischen sind allerdings auch über 100
verschiedene, für die DCM spezifische Mutationen
bekannt. Mit der Analyse von vier gehäuft betroffenen
Genen können in ungefähr einem Drittel aller
IDCM/FDCM-Fälle ursächliche Mutationen nachgewiesen werden.
In neueren Studien konnte an über 300 IDCMPatienten gezeigt werden, dass Mutationen im größten menschlichen Gen Titin (TTN) in ca. 25% der Fälle
in ursächlichem Zusammenhang stehen. Hierbei handelt es sich um schwerwiegende Mutationen, die zum
funktionellen Verlust führen. Die Penetranz dieser
Mutationen ist jedoch nicht vollständig, sodass die
Ursächlichkeit in jeder Familie durch die gezielte
Analyse mehrerer Familienmitglieder abgesichert werden sollte. Dieses Gen kann aufgrund der Größe nur
mittels neuer Sequenzierverfahren analysiert werden.
Dieses Verfahren bietet zudem den Vorteil, dass mindestens 20 Gene, in denen gehäuft Mutationen im
Zusammenhang mit DCM nachgewiesen wurden,
parallel analysiert werden können.
Indikation
V.a. und DD familiäre DCM, Prognoseabschätzung
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: DCM (ICD-10 Code: [I42.0])
Auftrag: Mutationssuche in den Genen LMNA, MYH7,
MYBPC3 und TNNT2
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 91 Exons der Gene
LMNA, MYH7, MYBPC3 und TNNT2 einschließlich
Spleißstellen sequenziert.
Es besteht die Möglichkeit einer erweiterten Diagnostik
mittels Next Generation Sequencing (siehe Kapitel
Neue Technologien).
Die Untersuchung mit NGS ist keine Regelleistung der
Krankenkassen; vor der Untersuchung muss daher
eine Kostenübernahme bei der Krankenversicherung
beantragt werden.
Gewünschtes Verfahren bitte im Untersuchungsauftrag angeben!
Dauer der Untersuchung
3-6 Wochen
Literatur
Norton et al, Circ Cardiovasc Genet 6:144 (2013) / Herman et
al, N Engl J Med 366:619 (2012) / Lakdawala et al, J Card Fail
18:296 (2012) /Møller et al, Eur J Hum Genet 17:1241 (2009)
/ Millat et al, Clin Biochem 42:892 (2009) / Parks et al, Am
Heart J 156:161 (2008)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Kardiomyopathie, familiär hypertrophe Form
(HCM) [I42.1, I42.2]
OMIM-Nummer: 192600, 160760 (MYH7), 115195,
191045 (TNNT2), 115197, 600958 (MYBPC3), 613690,
191044 (TNNI3)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei der hypertrophen Kardiomyopathie (HCM) handelt es sich um eine autosomal-dominant vererbte,
strukturelle Erkrankung des Herzmuskels, die mit
einer Prävalenz von ca. 1:500 in der kaukasischen
Bevölkerung auftritt. In der Regel ist die Erkrankung
mit einer asymmetrisch erhöhten Muskelmasse des
linken Ventrikels unter Beteiligung des interventrikulären Septums assoziiert, wodurch es zu charakteristischen Veränderungen im EKG kommt (Q-Welle, STStrecke und P-Welle). Die phänotypische Ausprägung
variiert von benignen, unvollständig penetranten bis
zu malignen Formen mit einem hohen Risiko für plötzlichen Herztod bereits im Kindesalter. Die durchschnittliche Lebenserwartung der Betroffenen liegt
bei 66 Jahren, wobei die Prognose abhängig von der
zugrunde liegenden molekularen Ursache ist.
Bislang wurden im Zusammenhang mit HCM ca. 650
ursächliche Mutationen in 15 verschiedenen Genen
identifiziert, die bis auf zwei Gene ausschließlich für
kardiale Proteine der Sarkomere codieren. Über 85%
der bisher beschriebenen Mutationen befinden sich in
den Genen für die schwere Kette des ß-Myosins
(MYH7), das Myosinbindeprotein-C (MYBPC3),
Troponin T (TNNT2) und Troponin I (TNNI3). Ca. 50%
der Mutationen können in der ersten Stufe der
Diagnostik, welche eine Mutationssuche in 16 Exons
einschließt, detektiert werden. Insgesamt können
derzeit im Rahmen der Routinediagnostik Mutationen
in ca. 60% aller HCM-Fälle nachgewiesen werden.
Deletionen einzelner Exons oder gesamter Gene sind
sehr selten (<1% aller Fälle) und werden daher nicht
untersucht.
Indikation
Diagnostik empfohlen für alle Patienten mit klinischem V.a. auf HCM
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: HCM (ICD-10 Code: [I42.2])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche 16 Exons der Gene MYH7
und MYBPC3
und
Stufe II: Mutationssuche restliche 79 Exons der Gene
MYH7, MYBPC3, TNNT2 und TNNI3
178
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden 16 Exons des
MYH7- und MYBPC3-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die restlichen
79 Exons des MYH7-, MYBPC3- ,TNNT2- und TNNI3Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Deletionen einzelner Exons oder gesamter Gene sind
sehr selten (<1% aller Fälle) und werden daher nicht
untersucht.
Es besteht die Möglichkeit einer erweiterten Diagnostik
mittels Next Generation Sequencing (siehe Kapitel
Neue Technologien).
Die Untersuchung mit NGS ist keine Regelleistung der
Krankenkassen; vor der Untersuchung muss daher
eine Kostenübernahme bei der Krankenversicherung
beantragt werden.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 3-4 Wochen
Stufe II: weitere 3 Wochen
Literatur
Maron et al, J Am Coll Cardiol 60:705 (2012) / Chanavat et al,
Eur J Hum Genet 55:163 (2012) / Ackerman et al, Europace
13:1077 (2011) / Millat et al, Eur J Med Genet 53:261 (2010) /
Soor et al, J Clin Pathol 62.226 (2009) / Morita et al, N Engl J
Med 358:1899 (2008) / Morita et al, Circulation 113:2697
(2006) / Ingles et al, J Med Genet 42:e59 (2005)
Kardiomyopathie, familiär restriktive Form
(RCM) [I42.5]
OMIM-Nummer: 115210, 191044 (TNNI3), 612422,
191045 (TNNT2)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die restriktive Kardiomyopathie (RCM) ist eine seltene
Kardiomyopathie, die durch die eingeschränkte ventrikuläre Füllung und das reduzierte diastolische
Volumen bei normaler systolischer Funktion und normaler oder nahezu normaler Myokarddicke gekennzeichnet ist. Die Herzerkrankung, insbesonders wenn
die Erkrankung sich bereits in der Kindheit manifestiert, geht mit einer schlechten Prognose einher. Eine
Herztransplantation ist dann meist zwingend erforderlich.
In einer Studie von insgesamt zehn unabhängigen
RCM-Patienten konnten in sieben TNNI3-Mutationen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
nachgewiesen werden. Inzwischen wurden in einzelnen RCM-Fällen noch einige weitere ursächliche Gene
identifiziert. Hierzu zählen Troponin T (TNNT2), alphakardiales Aktin (ACTC), und Desmin (DES) bei RCM mit
AV-Block.
Dysplasie und Stickler-Syndrom auch unter dem
Begriff Kollagen Typ II-Erkrankungen zusammengefasst. Beim Kniest-Syndrom findet man häufig
Deletionen oder Spleißmutationen, die zum funktionellen Verlust eines Allels führen.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Als Ursache konnten Sekretionsdefekte des Typ IIKollagens identifiziert werden, die wiederum mit
Mutationen im COL2A1-Gen assoziiert sind. Die meisten beschriebenen Strukturdefekte sind in-frameMutationen, die durch kleine Deletionen oder
Spleißmutationen verursacht werden.
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Indikation
V.a. und DD RCM, Prognoseabschätzung
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: RCM (ICD-10 Code: [I42.5])
Auftrag: Mutationssuche in den Genen TNNI3 und
ggfs. TNNT2
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 23 Exons der Gene
TNNI3 und TNNT2 einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
2-4 Wochen
Literatur
Paravatiyar et al, J Biomed Biotechnol Jun 8 (2010) / Kaski et
al, Heart 94:1478 (2008) / Mogensen et al, J Clin Inv 111:209
(2003)
Kniest-Syndrom [Q78.9]
OMIM-Nummer: 156550, 120140 (COL2A1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Beim Kniest-Syndrom handelt es sich um eine seltene,
genetisch bedingte spondylometaepiphysäre Dysplasie. Weltweit sind derzeit ca. 200 Fälle bekannt. Es
handelt sich um eine Erkrankung mit autosomaldominantem Erbgang. Charakteristisch sind dysproportionierter Kleinwuchs, eine progrediente Dysplasie
des Achsen- und Extremitätenskeletts, eine flache
Gesichtskontur und die Unfähigkeit, eine geschlossene Faust zu bilden. Verdickungen und Bewegungseinschränkungen der Gelenke können zur Gehunfähigkeit führen. Histologisch imponiert der
Gelenkknorpel wie löchriger Schweizerkäse. Desweiteren treten häufig Myopie, Erblindung durch
Netzhautablösung, Schwerhörigkeit, Osteoporose und
Gaumenspalten auf. Der Formenkreis dieser Bindegewebserkrankungen wird gemeinsam mit Achondrogenesie, Hypochondrogenesie, spondylo-epiphysärer
Indikation
Neugeborene und Kinder mit charakteristischen
Symptomen einer Kollagen Typ II-Erkrankung.
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Kniest-S. (ICD-10 Code: [Q78.9])
Auftrag: Mutationssuche COL2A1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 54 Exons des
COL2A1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
4 Wochen
Literatur
Nishimura et al. Hum Mutat 26:36 (2005) / Wilkin et al, Med
Genet 85:105 (1999) / Mortier et al, Hum Molec Genet 4:285
(1995) / Siggers et al, Birth Defects Orig Art Ser 10:193 (1974)
133)
Kolonkarzinom, familiär, nicht-polypös (HNPCC)
[C18.9] [Z80.0]
OMIM-Nummer: 609310, 120436 (MLH1), 120435,
609309 (MSH2), 614350, 600678 (MSH6), 614337,
600259 (PMS2)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall,
Dipl.-Ing. (FH) Tanja Hinrichsen
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das kolorektale Karzinom (CRC) gehört zu den häufigsten Tumorerkrankungen der westlichen Industrienationen. Bei etwa 10% der Fälle ist eine familiäre
Häufung zu beobachten, die in der Regel durch eine
Manifestation vor dem 50. Lebensjahr gekennzeichnet ist. Zwei Formen der familiären, primär genetisch
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
bedingten kolorektalen Erkrankungen stehen im
Vordergrund: zum einen das Hereditäre Nichtpolypöse
Kolonkarzinom-Syndrom (HNPCC oder Lynch-Syndrom,
ca. 2-3% aller CRC), das durch Mutationen in DNAReparaturgenen verursacht wird, und zum anderen
die Gruppe der seltenen, durch eine kolorektale
Polypose gekennzeichneten Syndrome wie zum
Beispiel die Familiäre Adenomatöse Polyposis (FAP)
(ca. 0,5% der CRC) (s. dort).
Bei HNPCC-Patienten liegt das Erkrankungsalter meist
vor dem 50. Lebensjahr (mittleres Erkrankungsalter
45 Jahre). Die Kolonkarzinome sind häufiger im rechten Hemikolon lokalisiert; histologisch sind sie oft
wenig differenziert, muzinös und zeigen eine lymphozytäre Infiltration. Träger einer Mutation in einem der
vier krankheitsverursachenden DNA-MismatchReparaturgene haben zusätzlich ein erhöhtes
Lebenszeit-Risiko für weitere Tumoren. Dies sind v.a.
Karzinome des Endometriums, der Ovarien, des
Magens, des Urothels, der Gallengänge und des
Dünndarms.
HNPCC (Hereditary Nonpolyposis Colorectal Cancer)
wird autosomal-dominant vererbt durch Mutationen
in den DNA-Mismatch-Reparaturgenen (MMR)
MLH1, MSH2, MSH6, und PMS2. Die zunächst vorliegende, meist von einem Elternteil vererbte
Keimbahnmutation ist in jeder Körperzelle vorhanden, wobei das zweite, funktionstüchtige Allel für ein
intaktes Reparatursystem ausreichend ist. Durch ein
zufälliges Mutationsereignis (somatische Mutation)
wird auch das bisher intakte Allel funktionslos und die
Zelle zeigt einen Reparaturdefekt (Zwei-TrefferHypothese
nach
Knudson).
Inaktivierende
Punktmutationen in MLH1 und MSH2 finden sich in
etwa 60% bzw. 30% der MMR-Gen-Mutationen, 710% sind MSH6- und weniger als 5% PMS2Mutationen. Das MMR-System erkennt und korrigiert
Fehler während der DNA-Replikation. Infolge von
Mutationen in MMR-Genen kommt es während der
Zellteilung im Tumorgewebe zur fehlerhaften DNAReplikation, dadurch zur Anhäufung von Mutationen
und einer veränderten Proteinexpression, was auch
die Immunreaktion in Form der lymphozytären
Infiltration im Tumorgewebe erklärt.
Die Diagnose HNPCC wird klinisch gestellt, wenn die
sogenannten Amsterdam-Kriterien erfüllt sind. Die
Amsterdam-Kriterien werden jedoch häufig aufgrund
der geringen Anzahl an Familienangehörigen bzw. aufgrund der unvollständigen Penetranz des HNPCCSyndroms nicht erfüllt. Daher wurden die revidierten
Bethesda-Kriterien formuliert, um weitere HNPCCPatienten zu identifizieren.
Die HNPCC-Diagnostik erfolgt stufenweise: Besteht
der Verdacht auf HNPCC (nach den Amsterdam- bzw.
revidierten Bethesda-Kriterien, s.unten) wird
zunächst eine Mikrosatelliten-(MSI-) Analyse sowie
eine immunhistochemische Analyse (IHC) aus
180
Tumormaterial durchgeführt.
Indikation HNPCC:
Amsterdam II-Kriterien
(alle Kriterien müssen erfüllt sein)
- mindestens drei Familienangehörige mit histologisch gesichertem kolorektalen Karzinom oder
einem Karzinom des Endometriums, Dünndarms,
Ureters oder Nierenbeckens, einer davon mit den
beiden anderen erstgradig verwandt; eine FAP
muss ausgeschlossen sein;
- Erkrankungen in mindestens zwei aufeinanderfolgenden Generationen;
- mindestens ein Patient mit Diagnosestellung vor
dem 50. Lebensjahr.
Revidierte Bethesda-Kriterien
(mindestens ein Kriterium muss erfüllt sein)
- Patienten mit kolorektalem Karzinom vor dem 50.
Lebensjahrpositive Familienanamnese entsprechend den Amsterdam-Kriterien;
- Patienten mit synchronen oder metachronen
kolorektalen Karzinomen oder anderen HNPCCassoziierten Tumorerkrankungen (Kolorektum,
Endometrium, Magen, Ovarien, Pankreas,
Urothel, Gallengänge, Dünndarm, Gehirn;
Talgdrüsenadenome, Keratokanthome (MuirTorre-Syndrom)), unabhängig vom Alter;
- Patienten unter 60 Jahren mit kolorektalem
Karzinom mit MSI-H-Histologie (lymphozytäre
Infiltration, muzinöse und/oder SiegelringDifferenzierung bzw. medulläres Wachstum);
- Patient mit kolorektalem Karzinom (unabhängig
vom Alter) mit einem vor dem 50. Lebensjahr
erkrankten erstgradig Verwandten mit kolorektalem
Karzinom oder einem HNPCC-assoziierten Tumor;
- Patient mit kolorektalem Karzinom (unabhängig
vom Alter) und mindestens zwei erst- oder zweitgradig Verwandten mit einem kolorektalen
Karzinom oder einem HNPCC-assoziierten Tumor
(unabhängig vom Alter).
Sind die Amsterdam- oder die Bethesda-Kriterien bei
einem Patienten erfüllt, besteht somit der V.a.
HNPCC, erfolgt die Abklärung stufenweise. Wie bei
allen hereditären Tumorerkrankungen sollte zunächst
eine erkrankte Person (Indexpatient) untersucht werden. Dabei erfolgt zunächst die Untersuchung des
Tumorgewebes mittels Immunhistochemie (ICH) bzw.
die Mikrosatelliteninstabilität (MSI) (s. Kapitel
Molekulare Onkologie - Pathologie). Zeigt sich immunhistochemisch ein Ausfall der Proteinexpression eines
der MMR-Gene bzw. eine hohe Mikrosatelliteninstabilität, bestätigt dies den V.a. HNPCC. Dann kann
auf eine Keimbahnmutation der MMR-Gene aus einer
Blutprobe des Patienten, in Abhängigkeit vom ICHBefund, untersucht werden. Wird beim Indexpatienten
eine krankheitsverursachende Keimbahnmutation in
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
einem der vier MMR-Gene gefunden, können weitere,
bisher gesunde Familienmitglieder gezielt auf diese
Mutation hin untersucht werden. Dabei handelt es
sich um eine prädiktive Diagnostik, bei der vor
Untersuchung und nach Vorliegen des Untersuchungsbefundes eine genetische Beratung erfolgen muss (§
10, Abs. 2 GenDG). Träger einer Mutation in einem
der MMR-Gene sollten ein intensiviertes
Vorsorgeprogramm mit u.a. jährlichen Koloskopien ab
dem 25. Lebensjahr in Anspruch nehmen.
Indikation
V.a. hereditäres nicht-polypöses Kolonkarzinom
(HNPCC) bzw. Lynch-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: V.a. HNPCC/Lynch-Syndrom (ICD-10 Code:
[C18.9, Z80.0])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche MLH1-/MSH2-/MSH6-/PMS2Gen
und/oder
Stufe II: Deletions-/Duplikationsdiagnostik der
MMR-Gene mittels MLPA
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Methode E (längere Bearbeitungszeiten möglich)
Mutationsanalyse der Gene MLH1, MSH2, MSH6 und
PMS2 mit Voramplifikation der Zielregionen mittels
PCR, gefolgt von einer klonalen Anreicherung mittels
Emulsions-PCR und Next Generation Sequencing.
Untersuchung auf Deletionen bzw. Duplikationen
mittels MLPA
Material
2 ml EDTA-Blut
Dauer der Untersuchung
4-6 Wochen
Literatur
Steinke et al, DÄB 110/3:32 (2013) / Pox et al, S3 Leitlinie
Kolorektales Karzinom (2013) / Centelles, ISRN Oncology
(2012) doi: 10.5402/2012/139268 / Aretz, DÄB 107:163
(2010) / Rahner et al, DÄB 105:706 (2008) / Gryfe, Clin Colon
Rectal Surg. 22(4):198-208 (2009) / Bellizzi et al, Adv Anat
Path 16,6:405 (2009) / Möslein, Chirurg 79:1038 (2008) /
Locker et al, J Clin Oncol 24:5313 (2006) / Schmiegel, Dt Ärzteblatt 34/35:A2234 (2000) / Bronner et al, Nature 368:258
(1994) / Fishel et al, Cell 75:1027 (1993) / Leach et al, Cell
75:1215 (1993) / Miyoshi et al, PNAS 89:4452 (1992) / Powell
et al, Nature 359:235 (1992) / Groden et al, Cell 66:589 (1991)
HNPCC-Diagnostik (mod. nach Steinke et al, DÄB 110, 3:32 (2013))
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Kraniosynostosen - Übersicht [Q75.0]
Dr. med. Imma Rost, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Als Kraniosynostose wird die vorzeitige Verknöcherung
von Schädelnähten bezeichnet. Daraus ergibt sich in
Abhängigkeit davon, welche Schädelnähte von der
Synostose betroffen sind, ein verändertes Schädelwachstum mit z.T. charakteristischen Kopfformen. Die
meisten primären Kraniosynostosen sind angeboren
und können isoliert oder als Teilsymptom verschiedener komplexer Syndrome auftreten. Die Gesamthäufigkeit liegt bei 1:2.000-3.000. Unter den isolierten
Formen ist die Sagittalnahtsynostose mit einem Anteil
von ca. 50% die häufigste. Die komplexen Formen
zeigen eine oder mehrere Synostosen und z.T. weitere
Symptome einer pathologischen Entwicklung knöcherner Strukturen wie z. B. Syndaktylien. Zu den klassischen Kraniosynostosesyndromen zählen
-
Apert-Syndrom
Crouzon-Syndrom
Muenke-Syndrom
Pfeiffer-Syndrom
Saethre-Chotzen-Syndrom
Diese Syndrome werden autosomal-dominant vererbt
und beruhen mit Ausnahme des Saethre-ChotzenSyndroms auf Mutationen in den Genen der
Fibroblasten-Wachstumsfaktor-Rezeptoren (FGFR) 1,
2 und 3. Das Saethre-Chotzen-Syndrom wird meist
durch Mutationen im TWIST1-Gen verursacht.
Zwischen den Syndromen gibt es klinisch Überlappungen.
Bei wenigen Patienten mit isolierten Einzelnahtsynostosen, v.a. der Sagittal- und der Koronarnaht,
wurden Mutationen im TWIST1-Gen gefunden.
Die molekulare Ursache der vorzeitigen Nahtverknöcherung ist noch nicht im einzelnen verstanden.
Die beteiligten Fibroblasten-WachstumsfaktorRezeptoren sind Tyrosinkinase-Rezeptoren, die in der
Ossifikation eine wichtige Rolle spielen. TWIST interagiert mit FGFR.
(eds): The Metabolic and Molecular Bases of Inherited
Disease, 7thEd, Chapter 245 (2001) / Hodach et al, Z
Kinderheilkd 119:87 (1975) / Bennett, Am J Phys Anthropol
27:1 (1967)
Frontalnaht
Koronarnaht
Sagialnaht
Lambdanaht
Normal
Koronarnahtsynostose
Brachyzephalie durch kompensatorisches Wachstum
Sagi alnahtsynostose
Scaphozephalie durch kompensatorisches Wachstum
Komplikationen sind Erhöhung des intrakraniellen
Drucks, Sehbeeinträchtigung und Hörstörungen und
bei einigen der Syndrome auch eine Entwicklungsverzögerung. Die Therapie ist operativ.
Literatur
De Jong et al, J Plast Recon Aest Surg 63:1635 (2010) / Seto et
al, Am J Med Genet 143a:678 (2007) / Kress et al, Eur J Hum
Genet 14:39 (2006) / Komotar et al, Pediatr Ann 35:365
(2006) / Zöckler, Dissertation an der Med. Fakultät der FU
Berlin (2006) / Cohen, Am J Med Genet 136:313 (2005) /
Cohen, Am J Med Genet 115:245 (2002) / Cohen, Am J Med
Genet 113:1 (2002) / Ornitz and Marie, Genes Dev 16:1446
(2002) / Chun et al, Am J Med Genet 110:136 (2002) / Kreß et
al, Med Genetik 8, 310 (1996) / Muenke et al, in Scriver etal
182
Frontalnahtsynostose
Trigonozephalie durch kompensatorisches Wachstum
Schematische Darstellung einiger Kraniosynostosen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Lecithin-Cholesterin Acyltransferase- (LCAT-)
Defizienz [E78.6]
OMIM-Nummer: 245900, 606967 (LCAT)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Wissenschaftlicher Hintergrund
Primäre LCAT-Defizienz ist ein seltener, autosomalrezessiv vererbter Enzymdefekt des extrazellulären
Cholesterinstoffwechsels. LCAT wird von der Leber
sezerniert und ist für die Veresterung von freiem
Cholesterin im Blut verantwortlich. LCAT-Mangel ist
mit Reifungs- oder Metabolisierungsstörungen der
HDL-Partikel assoziiert, bei der es zur Anhäufung
unreifer HDL-Vorstufen kommt. Das Leitsymptom ist
Hypoalphalipoproteinämie (HDL-C < 10 mg/dl) bei
gleichzeitig bestehender Hornhauttrübung (nicht zu
verwechseln mit Arcus lipoides). Charakteristisch sind
neben einer milden, reaktiven Hypertriglyceridämie
ein reduzierter Anteil von Cholesterinestern am
Gesamtcholesterin (<60%). Darüber hinaus können
atypische Lipoproteine (z.B. LpX) nachgewiesen werden. Im Verlauf kommt es durch Lipidablagerungen zu
Glomerulosklerose, die zur transplantationspflichtigen Niereninsuffizienz führen kann, sowie einer normochromen Anämie, die durch eine verminderte
osmotische Resistenz der Erythrozyten bedingt ist.
Demgegenüber ist Fish Eye Disease, der ein partieller
LCAT-Mangel zugrunde liegt, nicht mit Glomerulosklerose und Anämie assoziiert.
Die molekulare Ursache für LCAT-Defizienz sind
Mutationen im LCAT-Gen auf Chromosom 6. Bislang
konnten mehr als 70 Mutationen identifiziert werden,
die über das gesamte Gen verteilt sind. Eine
Enzymersatztherapie ist derzeit in Erprobung. Neuere
Untersuchungen haben gezeigt, dass auch bei LCATMangel ein erhöhtes Risiko für koronare
Herzerkrankung besteht. Differentialdiagnostisch ist
LCAT-Mangel von Apo-A-I- und ABCA1-Defizienz
(Tangier-Erkrankung) abzugrenzen, die ebenfalls mit
Hypoalphalipoproteinämie assoziiert sind, jedoch ein
deutlich höheres Koronarrisiko aufweisen.
Indikation
DD Hypoalphalipoproteinämie, Abschätzung von
Prognose und therapeutischen Optionen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: LCAT-Defizienz (ICD-10-Code: [E78.6])
Auftrag: Mutationssuche LCAT-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 6 Exons des LCATGens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3-4 Wochen
Literatur
Kunnen et Van Eck, J Lipid Res 53:1783 (2012) / Roshan et al,
5:493 (2011) / v Eckardstein, Atherosclerosis 186:231 (2006) /
Hovingh et al, Curr Opin Lipidol 16:139 (2005) / SantamarinaFojo et al in Scriver et a. (eds): The Metabolic and Molecular
Bases of Inherited Disease, 8th Ed, Chapter 118 (2001) /
Kuivenhoven et al, J Lipid Res 38:191 (1997) / Klein et al, J Biol
Chem 270:9443 (1995) / Klein et al, J Lipid Res 34:49 (1993) /
Klein et al, J Clin Invest 92:479 (1993) / Klein et al, J Clin Invest
89:499 (1992)
Legius-Syndrom, Neurofibromatose Typ 1ähnliches Syndrom (NFLS) [Q85.9]
OMIM-Nummer: 611431, 609291 (SPRED1)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
2007 wurden erstmals Patienten beschrieben, die klinische Symptome ähnlich einer Neurofibromatose
Typ 1 (NF1) aufwiesen, wie Café-au-lait-Flecken der
Haut, sommersprossenartige Flecken in der Achselhöhle oder in der Leiste, Makrozephalie und teilweise
ein für Noonan-Syndrom charakteristisches Aussehen,
bei denen aber keine Mutationen im NF1-Gen sondern in einem bis dahin unbekannten Gen SPRED1
identifiziert wurden. Seit 2009 wird dieses
Krankheitsbild nach dem Erstbeschreiber als LegiusSyndrom bezeichnet. Bei Patienten mit LegiusSyndrom sind die diagnostischen Kriterien des NIH
Consensus Development Conference Statement für
NF1 erfüllt, und alleine in Bezug auf die Hautmanifestationen oder bei Kindern mit zusätzlichen Lernschwierigkeiten und Makrozephalie ist keine klinische
Abgrenzung zur NF1 möglich. Ein charakteristischer
Unterschied zu NF1 ist das Fehlen von Lisch-Knötchen
der Iris, Neurofibromen, Optikusgliomen oder
Knochenveränderungen, im Gegensatz dazu aber das
Auftreten von subkutanen Lipomen im Erwachsenenalter bei Patienten mit Legius-Syndrom.
Legius-Syndrom wird wie NF1 autosomal-dominant
vererbt, Ursache sind aber Mutationen im SPRED1Gen. SPRED1 (Sprouty-Related EVH1 Domain
Containing 1) ist ein Mitglied der sog. Sprouty (SPRY)Familie von Proteinen, die innerhalb der Mitogen-aktivierten Protein Kinase (MAPK)-Signaltransduktion als
negative Regulatoren wirken. Das SPRED1-Gen
besteht aus 7 codierenden Exons. Bisher wurden 200
Patienten klinisch beschrieben und über 40 verschiedene SPRED1-Mutationen identifiziert, die überwiegend zum vorzeitigen translationalen Stop führen. Der
Anteil genomischer Deletionen/Duplikationen wird
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
auf 10% geschätzt. Während bei der klassischen NF1
in bis zu 95% Patienten Mutationen im NF1-Gen nachgewiesen werden können, liegt die Mutationserfassungsrate im SPRED1-Gen bei <2% bezogen auf
alle Patienten mit der klinischen Diagnose NF1 und bei
bis zu 25% bei Patienten mit NF1-ähnlichem Phänotyp
bzw. Legius-Syndrom ohne NF1-Mutationsnachweis.
Indikation
V.a. und DD NF1 mit negativer Mutationssuche im NF1Gen, V.a. Legius-Syndrom / NF1-ähnliches Syndrom,
positive Familienanamnese
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Legius-Syndrom, Neurofibromatose Typ 1ähnliches Syndrom (NFLS) (ICD-10 Code: [Q85.9])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche SPRED1-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik SPRED1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 7 codierenden Exons des SPRED1-Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des SPRED1-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Denayer et al, Hum Mutat 32:E1985 (2011) / Spencer et al,
Am J Med Genet A 155(6):1352 (2011) / Muram-Zborovski et
al, J Child Neurol 25:1203 (2010) / Messiaen et al, JAMA
302:2111 (2009) / Pasmant et al, J Med Genet 46:425 (2009)
/ Spurlock et al, J Med Genet 46:431 (2009) / Brems et al. Nat
Genet 39:1120 (2007)
LEOPARD-Syndrom [L81.4]
OMIM-Nummer: 151100, 176876 (PTPN11), 611554,
164760 (RAF1), 613707, 164757 (BRAF)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das LEOPARD-Syndrom oder kardiomyopathische
Lentiginose ist eine seltene, autosomal-dominant
vererbte Erkrankung, die 1969 erstmals von Gorlin
184
beschrieben wurde. LEOPARD ist ein Akronym für die
charakteristischen klinischen Symptome
- multiple Lentigines
- elektrokardiographische Anomalien
- okulärer Hypertelorismus
- Pulmonalstenose
- abnormes Genitale
- Retardierung des Wachstums
- Taub- bzw. Schwerhörigkeit (Deafness)
2002 wurden auch bei LEOPARD-Syndrom wie bereits
bei dem teilweise klinisch überlappenden NoonanSyndrom Mutationen im PTPN11-Gen als molekulare
Ursache identifiziert. Bei etwa 90% aller LS-Patienten
können Mutationen im PTPN11-Gen nachgewiesen
werden, wobei diese ausschließlich zu Aminosäureaustauschen führen. Im Gegensatz zum NoonanSyndrom kommen hier wiederkehrende spezifische
PTPN11-Aminosäureaustausche vor, die zum Verlust
der katalytischen Aktivität der Nicht-Rezeptor
Protein-Tyrosin-Phosphatase SHP-2 führen. Bei jeweils
<5% der LS-Patienten wurden bisher Mutationen in den
Proto-Onkogenen RAF1 und BRAF identifiziert. Bei
weniger als 5% der Patienten kann bisher keine genetische Ursache nachgewiesen werden, wobei hier
Mutationen in weiteren Genen der RAS-ERK-MAPKinase Signaltransduktion vermutet werden.
Indikation
V.a. und DD LEOPARD-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: LEOPARD-Syndrom (ICD-10 Code: [L81.4])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche PTPN11-Gen
und/oder
Stufe II: Mutationssuche RAF1-Gen
und/oder
Stufe III: Mutationssuche BRAF-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 15 Exons
des PTPN11-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 16 codierenden Exons des RAF1-Gens einschließlich
Spleißstellen sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA werden alle 18 codierenden Exons des BRAF-Gens einschließlich
Spleißstellen sequenziert.
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 1 Woche
Stufe II: weitere 2 Wochen
Stufe III: weitere 3 Wochen
Literatur
Sarkozy et al, Hum Mutat 30:695 (2009)/ Sarkozy et al,
Orphanet J Rare Dis 3:13 (2008) / Pandit et al, Nat Genet
39:1007 (2007) / Kontaridis et al, J Biol Chem 281:6785 (2006)
/ Tartaglia et al, Am J Hum Genet 78:279 (2006) / Sarkozy et
al, J Med Genet 41:e68 (2004) / Digilio et al, Am J Hum Genet
71:389 (2002) / Legius et al, J Med Genet 39:571 (2002) /
Gorlin et al, Am J Dis Child 117:652 (1969)
Léri-Weill Dyschondrosteose (LWD), Langer
mesomele Dysplasie (LMD) [Q77.8, Q87.1]
OMIM-Nummern: 127300 (LWD), 249700 (LMD),
312865 (SHOX)
Dipl.-Biol. Christine Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Léri-Weill Dyschondrosteose (LWD) ist ein pseudoautosomal-dominant vererbtes, disproportioniertes Kleinwuchssyndrom, welches sich vor allem durch
eine mesomele Verkürzung der Gliedmaßen auszeichnet. Typisch ist eine Madelung-Deformität der Handgelenke, die sich im Laufe des Lebens – zumeist in der
Pubertät – entwickelt. In den meisten Fällen ist die
Ursache der LWD eine Haploinsuffizienz des SHOXGens, welches in der pseudo-autosomalen Region
(PAR1) auf dem kurzen Arm beider Geschlechtschromosomen lokalisiert ist. Das SHOX-Protein agiert
als Transkritpionsaktivator in osteogenen Zellen,
wodurch es Einfluss auf den Zellzyklus und die
Wachstumsregulation nimmt.
Mutationen im SHOX-Gen treten in der kaukasischen
Bevölkerung mit einer Inzidenz von etwa 1:1.000 auf.
In bis zu 70% der Fälle von LWD werden heterozygote
Mutationen im SHOX-Gen nachgewiesen. Etwa 90%
dieser Mutationen sind Deletionen des ganzen oder
großer Teilbereiche des Gens und seiner regulatorischen Elemente. Punktmutationen, kleine Deletionen
und Insertionen im SHOX-Gen sind in den restlichen
dieser Fälle ursächlich. Ein vollständiger Verlust der
SHOX-Aktivität durch homozygote oder kombiniert
heterozygote Mutationen im SHOX-Gen führt zu einer
Langer mesomelen Dysplasie (LMD). Die LMD ist eine
deutlich schwerer verlaufende Form als die LWD.
Neben der LWD und der LMD sind Mutationen im
SHOX-Gen auch mit den Skelettveränderungen des
Ullrich-Turner-Syndroms und mit bis zu 2-5% der Fälle
von idiopathischem Kleinwuchs assoziiert. Dies kann
die Abgrenzung einer LWD von anderen Kleinwuchssyndromen deutlich erschweren. Der klinische
Phänotyp bei SHOX-Mutationen variiert zudem stark
und kann sich in einigen Fällen sogar innerhalb einer
Familie bei Trägern der gleichen Mutation in sehr
schwerem dysproportioniertem Kleinwuchs bis hin zu
mildem Kleinwuchs mit oder ohne klinisch und radiologisch nachweisbare Anomalien äußern.
Indikation
V.a. LWD, LMD oder idiopathischen Kleinwuchs,
Madelung-Deformität,
Familienmitglieder
mit
Mutationen im SHOX-Gen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: LWD, LMD oder idiopathischer Kleinwuchs
(ICD-10-Code: [Q77.8, Q87.1])
Auftrag:
Stufe I: MLPA-Analyse SHOX-Gen
und/oder
Stufe II: Mutationssuche SHOX-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des SHOX-Gens sowie regulatorischer
Bereiche der PAR1-Region auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 7 Exons des
SHOX-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2-3 Wochen
Literatur
Albuisson et al, Eur J Hum Genet 20 (2012) / De Sanctis et al,
Pediatr Endocrinol Rev. 9:727 (2012) / Binder, Horm Res
Paediatr (2011) / Rappold et al, J Med Genet 44:306 (2007) /
Marchini et al, Arch Physiol Biochem 113:116 (2007) / Jorge et
al, Clin Endocrinol 66:130 (2007) / Gatta et al, J Hum Genet
52:21 (2007) / Kant et al, Horm Res 60:157 (2003) / Zinn et al,
Am J Med Genet 110:158 (2002) / Grigelioniene et al, Hum
Genet 107:145 (2000) / Blaschke et al, TEM 11:227 (2000)
Li-Fraumeni-Syndrom (LFS) [C97]
OMIM-Nummer: 151623, 191170 (TP53)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Li-Fraumeni-Syndrom (LFS) ist eine seltene, familiäre
Tumorerkrankung, die durch das Auftreten multipler
Tumoren (Weichteilsarkome, Osteosarkome, Hirntumore, Brustkrebs, Leukämien, adrenokortikale
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Karzinome) charakterisiert ist. Sie wird autosomaldominant vererbt. Die strengen klassischen Kriterien
für die Diagnose LFS sind:
- Indexpatient mit Sarkom vor dem 45. Lebensjahr
- Verwandter 1. Grades mit Karzinom vor dem 45.
Lebensjahr
- weiterer Verwandter 1. oder 2. Grades mit
Karzinom vor dem 45. Lebensjahr oder Sarkom
unabhängig vom Manifestationsalter
Je nach Anzahl und Typ der Tumoren bei betroffenen
Verwandten kann die Einteilung der Kriterien in 4
Untergruppen erfolgen (s. Tabelle). Familien mit
gehäuft auftretenden Tumoren, welche die erweiterten, nicht aber die klassischen Kriterien für LFS erfüllen, werden auch als Li-Fraumeni-ähnlich (LFS-L)
bezeichnet.
LFS wird durch Keimbahnmutationen im Tumorsuppressor-Gen TP53 verursacht. In bis zu 70% der
Familien mit klassischem LFS können Mutationen im
TP53 nachgewiesen werden, jedoch nur in 20% der
Patienten mit LFS-L. Heterozygote TP53-KeimbahnMutationen führen in einem hohen Prozentsatz der
Fälle durch Mutation des noch intakten Allels (loss of
heterozygosity, LOH) zu einem Totalverlust der
Funktion des Genprodukts p53. Das zelluläre TumorAntigen p53 spielt eine bedeutende Rolle als
„Wächter des Genoms“, da es am Kontrollpunkt zwischen G1- und S-Phase des Zellzyklus die Zelle in die
G0-Phase überführen kann. Hierdurch wird die
Zellteilung zunächst gestoppt, um mögliche Schäden
in der zellulären DNA zu reparieren oder den kontrollierten Zelltod (Apoptose) einzuleiten. Neben
Keimbahnmutationen bei Familien mit LFS sind somatische Mutationen im TP53-Gen die häufigste genetische Veränderung bei malignen Tumoren.
Die Indikationen für eine TP53-Mutationsanalyse sind:
- Indexpatient mit einem Tumor aus dem LFSSpektrum (Weichteilsarkom, Osteosarkom,
Brustkrebs, Hirntumor, Nebennierensarkom,
Leukämie, bronchoalveoläres Lungenkarzinom)
vor dem 46. Lebensjahr
und
- mindestens ein Verwandter 1. oder 2. Grades mit
einem LFS-Tumor (ausgenommen Brustkrebs,
wenn beim Indexpatienten Brustkrebs vorliegt)
vor dem 56. Lebensjahr
oder
- Indexpatient mit multiplen Tumoren
(ausgenommen Brustkrebs), von denen zwei aus
dem LFS-Spekrum sind und die Manifestation des
ersten vor dem 46. Lebensjahr erfolgte
oder
186
- Indexpatient mit einem Nebennierensarkom oder
Karzinom des Plexus chorioideus, unanhängig von
der Familienanamnese
In wenigen Familien mit LFS oder LFS-L wurden
Mutationen im CHEK2-Gen nachgewiesen. CHEK2
codiert für eine Serin-Threonin-Kinase, die p53 phosphorylieren kann und ebenfalls eine entscheidende
Rolle bei der Kontrolle von DNA-Reparatur und
Replikation spielt.
Häufigkeitsverteilung verschiedener Tumorarten in
Familien mit Li-Fraumeni-Syndrom (mod.n. Malkin in
Scriver et al (eds): The Molecular Bases of Inherited
Disease, 8th Ed. Chapter 37)
Kriterien
Definition
erweitert
Folgende Tumore des/der betroffenen
Verwandten:
locker (LFS-L) Mindestens ein Verwandter 1. oder 2.
Grades mit einer weiteren
Tumorerkrankung der erweiterten Kriterien
streng
sehr streng
(klassisches
LFS)
- Sarkom
- Hirntumor
- Brustkrebs
- Nebennierenkarzinom
- Leukämie
- Magenkarzinom
- Malignes Melanom- Tumor der Keimzellen
Spektrum der Tumoren der erweiterten
Kriterien eingegrenzt auf
- Sarkome
- Brustkrebs
- Hirntumore
- Nebennierenkarzinom
zusätzlich ein weiterer Verwandter 1. oder
2. Grades mit einer Tumorerkrankung vor
dem 45. Lebensjahr oder einem Sarkom
unabhängig vom Manifestationsalter
Klassifikation der Kriterien des LFS in 4 Gruppen in
Abhängigkeit von der Anzahl und des Typs der Tumoren
bei betroffenen Verwandten (n. Chompret et al, 2001)
Bei der prädiktiven genetischen Diagnostik werden
gesunde Risikopersonen untersucht, in der Regel erstgradige Verwandte von Betroffenen. Hier sollte jede
genetische Diagnostik mit dem Angebot einer genetischen Beratung verbunden sein. Bei einer prädiktiven
Diagnostik muss vor der Untersuchung und nach
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Vorliegen des Resultats eine genetische Beratung
erfolgen (§10, Abs. 2 GenDG). Eine Ausnahme davon
ist nur möglich, wenn eine schriftliche Verzichtserklärung der Risikoperson nach schriftlicher
Aufklärung über die Beratungsinhalte vorliegt. Gemäß
den Empfehlungen der Fachgesellschaften sollte eine
psychotherapeutische Betreuung vor, während und
nach der Untersuchungsphase bestehen.
Indikation
Patienten mit V.a. LFS oder LFS-L, Angehörige von
Familien mit gehäuft auftretenden, multiplen
Primärtumoren (s. Tabelle)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Li-Fraumeni-Syndrom (LFS)
(ICD-10 Code: [C97])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche TP53-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik TP53-Gen
Jede diagnostische genetische Untersuchung sollte
mit dem Angebot einer genetischen Beratung verbunden sein (§10, Absatz 1, GenDG). Bei einer prädiktiven
genetischen Diagnostik muss laut Gendiagnostik
Gesetz (§10, Absatz 2, GenDG) vor der Untersuchung
und nach Vorliegen des Befundes eine genetische
Beratung erfolgen. Eine Ausnahme davon ist nur möglich, wenn eine schriftliche Verzichtserklärung der
Risikoperson nach schriftlicher Aufklärung über die
Beratungsinhalte vorliegt.
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 11 Exons
des TP53-Gens einschließlich der Intron/ExonSpleißstellen amplifiziert und sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des TP53-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 3 Wochen
Stufe II: 2 Wochen
Literatur
Ruijs et al, J Med Genet 47:421 (2010) / Tinat et al, J Clin
Oncol. 27:1 (2009) / Bougeard et al, J Clin Oncol 27:e108
(2009) / Ruijs et al, Hered Cancer Clin Pract 7:4 (2009) /
Bougeard et al, J Med Genet 45:535 (2008) / Lindor et al, in
Concise Handbook of Familial Cancer Susceptibility
Syndromes (2nd ed) 38:80 (2008) / Varley, Hum Mutat 21:313
(2003) / Chompret, Biochimie 84:75 (2002) / Malkin in Scriver
et al (eds): The Molecular & Metabolic Bases of Inherited
Disease, 8th Ed., Chapter 37 (2001) / Chompret et al, J Med
Genet 38:43 (2001) / Birch et al, Cancer Res;54:1298 (1994) /
Li et al, Cancer Res 48:5358 (1988)
Lipoproteinlipase- (LPL-) Defizienz, familiär
[E78.9]
OMIM-Nummer: 238600, 609708 (LPL)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Wissenschaftlicher Hintergrund
Primärer LPL-Mangel ist ein seltener, autosomalrezessiv vererbter Stoffwechseldefekt, der durch
extrem erhöhte Serumkonzentrationen von Triglyceriden (bis 30.000 mg/dl) und Chylomikronämie
(milchig-rahmiges Serum) gekennzeichnet ist (Hyperlipidämie Typ I). LPL, ein Enzym, welches von der
Leber gebildet wird, spielt eine wichtige Rolle beim
hydrolytischen Abbau von triglyceridreichen
Lipoproteinen, insbesondere von Chylomikronen. Die
Diagnose wird meist im Zusammenhang mit rezidivierenden Pankreatitiden (DD: hereditäre Pankreatitis)
gestellt, eruptive Xanthome und Hepatomegalie sind
weitere häufige phänotypische Manifestationen.
Charakteristisch für die Anamnese sind Unverträglichkeit von Milchprodukten und unklare Bauchschmerzen im Kindesalter. Die Therapie der pankreatitischen Beschwerden besteht in fettarmer Diät und
Alkoholkarenz. Die Gabe von Fibraten, welche die
Expression von LPL über den PPARα-Weg steigern, ist
in den Fällen, in denen kein funktionfähiges Allel mehr
zur Verfügung steht, problematisch (vgl. auch Apo CII-Defizienz). Individuen mit klassischer, primärer LPLDefizienz haben kein erhöhtes Koronarrisiko.
Typ I-Hyperlipidämie wird durch homozygote oder
gemischt heterozygote Mutationen im LPL-Gen auf
Chromosom 8 verursacht. Seltener kann LPL-Mangel
durch Mutationen im APOC2-Gen, dem wichtigsten
Kofaktor für LPL, verursacht werden. Auch ein passagerer Funktionsverlust von APOC2 (z.B. im Zusammenhang mit Chemotherapie) ist beschrieben und kann
klinisch das Bild einer Typ I-Hyperlipidämie hervorrufen. Heterozygotie, auch für Varianten in den regulatorischen Elementen des LPL-Gens, scheint jedoch in
Kombination mit anderen genetischen Faktoren ein
erhöhtes Gefäßrisiko zu begünstigen (z.B. LPL-N291S).
Für die Bestimmung der LPL-Aktivität in vitro ist eine
Lösung des Enzyms von seinen Heparan-SulfatBindungsstellen vor der Blutentnahme erforderlich
(post-Heparin LPL-Aktivität). Dabei ist das sofortige
Einfrieren der EDTA-Plasma-Probe in flüssigem
Stickstoff zu gewährleisten. Vor kurzem wurden auch
Mutationen im APOA5-Gen im Zusammenhang mit
hypertriglycerdämischen Zuständen beschrieben.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Indikation
V.a. und DD Typ I-Hyperlipidämie/Hypertriglyceridämie/
Hyperchylomikronämie, Therapieindikation für Fibrate
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: LPL-Mangel (ICD-10-Code: [E78.9])
Auftrag:
Stufe I: (Sens. ca. 75%): Mutationssuche LPL-Gen (2
Exons)
Stufe II: (Sens. > 90%): Mutationssuche LPL-Gen (8
Exons)
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden 2 Exons des
LPL-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die restlichen
8 Exons des LPL-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Mendoza-Barberá et al, J Lipid Res 54:649 (2013) / Brahm et
Hegele, Nutrients 5:981 (2013) / Kei et al, Metabolism 61:906
(2012) / Johansen et al, Curr Opin Lipidol 22:247 (2011) /
Calandra et al, Curr Opin Lipidol 17:122 (2006) / Brunzell et
Dee in Scriver et al. (eds): The Metabolic and Molecular Bases
of Inherited Disease, 8th Ed, Chapter 117 (2001) / Gilbert et
al, Ann Genet 44:25 (2001) / Santamarina-Fojo et al, Curr Opin
Lipidol 3:186 (1992)
Loeys-Dietz-Syndrom (LDS) [Q25.4]
OMIM-Nummer: 609192, 608967, 190181 (TGFBR1),
610168, 601380, 190182 (TGFBR2)
Dr. rer. nat. Karin Mayer, Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das 2005 erstmals beschriebene Loeys-Dietz(Aortenaneurysmen)-Syndrom (LDS) stellt die wichtigste Differentialdiagnose zum Marfan-Syndrom
(MFS) dar. Gemeinsam mit dem MFS sind die
Aortenwurzelerweiterung bzw. -dissektion, die
Skelettsymptomatik und die Duraektasie. Abweichend
vom MFS, aber charakteristisch für LDS sind
Hypertelorismus, Kraniosynostose, Gaumenspalte
oder Uvula bifida sowie eine Schlängelung von
Arterien und Aneurysmen auch in anderen Arterien
als der Aorta. 75% der LDS-Patienten werden diesem
188
LDS Typ 1 zugeordnet. Beim LDS wurde bisher keine
Linsenluxation beobachtet. Gelegentlich tritt LDS mit
mentaler Retardierung auf, ein für MFS untypischer
Befund.
LDS Typ 2 beschreibt einen bei 25% der Patienten vorliegenden LDS-Subtyp ohne kraniofaziale Auffälligkeiten, aber mit charakteristischen Hautauffälligkeiten wie weiche und durchscheinende Haut mit
atrophischer Narbenbildung und Hämatomneigung.
LDS Typ 2 zeigt mit dem Auftreten von Uterusrupturen,
Aneurysmen und Dissektionen der zerebralen, thorakalen, und abdominalen Arterien klinische Überlappungen zum vaskulären Typ des Ehlers-DanlosSyndroms (EDS Typ IV), ohne dass die dafür typischen
Veränderungen im Typ-III-Kollagen oder Mutationen
im COL3A1-Gen vorliegen. Die Deutsche Gesellschaft
für Humangenetik gibt die Häufigkeit des LDS mit
1:100.000 an.
Von prognostischer Bedeutung ist, dass bei beiden
Formen des LDS die Aortenaneurysmen einen aggressiveren Verlauf als beim MFS zeigen und auch ohne
deutliche Gefäßerweiterung zur Dissektion neigen.
LDS wird autosomal-dominant vererbt, 25% der
Patienten haben eine positive Familienanamnese. Die
Häufigkeit des LDS ist nicht bekannt.
Ursache für LDS sind Mutationen in den Genen für die
Transforming Growth Factor Beta Rezeptoren 1 und 2
(TGFBR1- und TGFBR2-Gen). Die Zytokin-initiierte
TGFß-Signalübertragung spielt eine entscheidende
Rolle bei der Entwicklung von Gefäßen und des kraniofazialen Systems. Sowohl FBN1-Mutationen als
auch TGFBR1- und 2-Mutationen aktivieren die TGFßSignaltransduktion und führen zu einer Desorganisation
der elastischen Fasern in der Media der Aortenwand.
Anhand klinischer Kriterien lässt sich nicht vorhersagen, ob eine Mutation in TGFBR1 oder TGFBR2 vorliegt. Mutationen in beiden Genen wurden jeweils in
oder direkt an der Kinase-Domäne gefunden, wobei
TGFBR2-Mutationen mit 75% häufiger sind als
TGFBR1-Mutationen mit 25%. Die Mutationserfassungsrate bei Patienten mit klassischem LDS liegt bei 95%,
bei Marfan-ähnlichem Syndrom mit unvollständiger
Symptomatik bei etwa 10% und bei TAAD bei etwa
5%.
Indikation
- Patienten mit der charakteristischen Trias für
LDS: Hypertelorismus, Gaumenspalte oder Uvula
bifida, Schlängelung von Arterien und
Aneurysmen auch in anderen Arterien als der
Aorta
- Patienten mit früher Manifestation von Aortenund Arterienaneurysmen und zusätzlichen
Symptomen wie Arachnodaktylie,
Kamptodaktylie, Klumpfuß, Kraniosynostosen,
blaue Skleren, überbewegliche Gelenke,
auffällige Haut mit Neigung zu Hämatomen und
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
atrophischen Narben, verschiedene Herzfehler
(Atriumseptumdefekt, Ventrikelseptumdefekt,
persistierender Ductus Arteriosus), mentale
Retardierung
- Patienten mit Marfan-ähnlichen Symptomen
ohne Augenbeteiligung und ohne
Mutationsnachweis im FBN1-Gen;
- Patienten mit Symptomen des vaskulären EDS
ohne Kollagen Typ III-Veränderungen und ohne
COL3A1-Mutation
- Patienten mit autosomal-dominanten thorakalen
Aortenaneurysmen mit positiver
Familienanamnese für Aorten- und
Arteriendissektionen
(siehe auch Kapitel AAT3 und AAT5)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Loeys-Dietz-Syndrom (LDS)
(ICD-10 Code: [Q25.4])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche TGFBR2-Gen,
und/oder
Stufe II: Mutationssuche TGFBR1-Gen,
und/oder
Stufe III: Deletionsdiagnostik TGFBR1- und TGFBR2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 7 Exons des
TGFBR2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 9 Exons
des TGFBR1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse der Gene TGFBR2 und TGFBR1 mittels MLPA
durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Stufe III: weitere 2 Wochen
Literatur
Van Hemelrijk et al, Curr Opin Cardiol 25:546 (2010) /
Stheneur et al, Hum Mutat 29:E284 (2008) / Mizuguchi et
Matsumoto, J Hum Genet 52:1 (2007) / Adès et al, Am J Med
Genet 140A:1047 (2006) / Loeys et al, New Eng J Med 355:788
(2006) / Singh et al, Hum Mutat 27:770 (2006) / Matyas et al,
Hum Mutat 27:760 (2006) / Sakai et al, Am J Med Genet
140A:1719 (2006) / Loeys et al, Nat Genet 3:275 (2005) / Dietz
et al, Am J Med Genet 139C:4 (2005)
Loeys-Dietz-Syndrom Typ 4 (LDS4) [I71.1] [I71.2]
OMIM-Nummer: 614816, 190220 (TGFB2)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
2012 wurde sowohl durch SNP-Array-Analyse als auch
durch Kopplungsanalyse ein weiterer Genort für TAAD
auf Chromosom 1q41 lokalisiert und Mutationen im
TGFB2-Gen identifiziert, das für einen von drei TGF-β
Liganden innerhalb der TGF-ß-Signaltransduktion
codiert. Alle bisher identifizierten TGFB2-Mutationen
führen zur Haploinsuffizienz. Die Mutationstypen
umfassen sowohl komplette und intragene genomische Deletionen als auch Punktmutationen. Die
Häufigkeit von TGFB2-Mutationen bei TAAD liegt zwischen 0,7 und 7%. Der klinische Phänotyp von
Patienten mit TGFB2-Mutationen entspricht dem von
Patienten mit Loeys-Dietz-Syndrom. TGFB2Mutationen führen wie FBN1- und TGFBR1/2Mutationen
zu
einer
verstärkten
TGF-ßSignaltransduktion in der Arterienwand bei den
betroffenen Patienten. Die Erkrankung wird auch als
Loeys-Dietz-Syndrom Typ 4 (LDS4) bezeichnet.
Indikation
V.a. und DD familiäres thorakales Aortenaneurysma
mit Typ A-Dissektion (TAAD) oder Loeys-DietzSyndrom Typ 4 (LDS4)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Loeys-Dietz-Syndrom Typ 4 (LDS4) (ICD-10
Code: [I71.1] [I71.2])
Auftrag: Mutationssuche TGFB2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 8 Exons des TGFB2Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3 Wochen
Literatur
Lindsay et al, Nat Genet 44: 922 (2012) / Boileau et al, Nat
Genet 44: 916 (2012)
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Long QT-Syndrom (LQTS), familiär [I45.8]
OMIM-Nummer: 192500, 607542 (KCNQ1), 613688,
152427 (KCNH2), 603830, 600163 (SCN5A), 613695,
176261 (KCNE1), 613693, 603796 (KCNE2)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
LQTS ist eine klinisch und genetisch heterogene
Herzerkrankung, die durch eine verlängerte ventrikuläre Repolarisation charakterisiert ist. Im Langzeit-EKG
lässt sich eine verlängerte Frequenz-korrigierte QTZeit (QTc) von 440 bis >500 ms nachweisen. In
Abhängig-keit von der QTc kommt es zu Arrhythmien,
die zu Bewusstlosigkeit und plötzlichem Herztod führen können. Die 10-Jahres-Mortalität beträgt unbehandelt 50%. Man unterscheidet die häufige autosomal-dominante Romano-Ward- (RW) und die sehr
seltene autosomal-rezessive Jervell-Lange-NielsenForm (JLN). Die Prävalenz des LQTS in der kaukasischen Bevölkerung ist mindestens 1:2.500.
In ca. 75% der klinisch gesicherten Fälle können
Mutationen in einem von fünf myokardialen
Ionenkanal-Genen nachgewiesen werden. Diese
codieren für repolarisierende Kalium-Kanäle (KCNQ1,
KCNH2, KCNE1, KCNE2) sowie einen Natrium-Kanal
(SCN5A). Die molekulare Klassifikation und
Nomenklatur (LQTS Typ 1-12) orientiert sich hierbei
an den betroffenen Genen:
- KCNQ1 (LQTS Typ 1; 48 % der Mutationen,
eigene Daten) codiert einen spannungsabhängigen
kardialen Kalium-Kanal. Mutationen mit
dominanter oder rezessiver Ausprägung (RWund JLN-Form) sind beschrieben. Individuen mit
Mutationen im KCNQ1-Gen zeigen meist frühzeitig einen deutlich ausgeprägten Phänotyp mit
einem hohen Risiko für kardiale Ereignisse.
- KCNH2 (LQTS Typ 2; 31 % der Mutationen,
eigene Daten) codiert einen weiteren K+-Kanal.
Es besteht ein hohes Risiko für kardiale
Ereignisse. Es handelt es sich um RW-Formen.
- SCN5A (LQTS Typ 3; 18 % der Mutationen,
eigene Daten) codiert einen kardialen NatriumKanal. Im Gegensatz zu Typ 1 sind kardiale
Ereignisse im Zusammenhang mit SCN5AMutationen seltener, die Letalität ist jedoch
fünffach höher. Klinisch tritt LQTS Typ 3 als RWForm auf.
- KCNE1 (LQTS Typ 5; 3 % der Mutationen, eigene
Daten) codiert die regulatorische ß-Untereinheit
des KCNQ1-Kanals. Mutationen können zur
Romano-Ward oder JLN-Form führen.
- KCNE2 (LQTS Typ 6, 1% der Mutationen, eigene
Daten) codiert für MIRP1, eine Untereinheit des
HERG-Kanals.
Modellstruktur und Lokalisation von Mutationen im KCNQ1-Protein
190
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Die Identifikation von Anlageträgern ursächlicher
Mutationen ermöglicht eine rechtzeitige, ggfs. präsymptomatische Therapie. Das Risiko für kardiale
Ereignisse wird dadurch beim LQTS Typ 1 um 62-95%
und beim LQTS Typ 2 um 74% reduziert. Alle
Anlageträger sollten Instruktionen zur Anpassung
ihres Lebensstils erhalten.
Darüber hinaus wurden bei seltenen Sonderformen
des LQTS, die durch spezielle z.T. komplexe
Phänotypen gekennzeichnet sind, Mutationen in weiteren Genen identifiziert, deren Analyse in einzelnen
Familien sinnvoll sein kann: ANK2 (LQTS Typ 4), KCNJ2
(LQTS Typ 7), CAV3 (LQTS Typ 9), SCN4B (LQTS Typ 10),
KCNE3, SNTA1 (LQTS Typ 12)
Desweiteren können Arzneistoffe verschiedenster
Klassen eine Verlängerung der QT-Zeit hervorrufen.
Ein verzögerter Metabolismus von Medikamenten,
der durch Varianten im CYP2D6-, CYP2C9- oder
CYP2C19-Gen bedingt sein kann, kann diesen Effekt
verstärken. Beim medikamenten-induzierten LQTS
kann die ergänzende Diagnostik der Cytochrom P450Gene sinnvoll sein (siehe Cytochrom P450-bedingte
Arzneimittelunverträglichkeiten, Pharmakogenetik).
Indikation
Diagnostik empfohlen bei klinischem V.a. LQTS oder
ohne Symptomatik bei seriell verlängerter QTc von
>480 ms präpubertär bzw. >500 ms im Erwachsenenalter
Methode
Stufen I und II: Aus genomischer DNA werden stufenweise alle 61 Exons der Gene KCNQ1, KCNH2, SCN5A,
KCNE1 und KCNE2 einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse der Gene KCNQ1, KCNH2, SCN5A, KCNE1 und
KCNE2 auf das Vorhandensein von Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Stufe IV (seltene Formen): Aus genomischer DNA werden alle 63 codierenden Exons der Gene ANK2, KCNJ2,
CAV3, SCN4B, SNTA1 und KCNE3 sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2-3 Wochen
Stufe II: weitere 4 Wochen
Stufe III: weitere 2 Wochen
Stufe IV: weitere 3-4 Wochen
Literatur
Lieve et al, Genet Test Mol Biomarkers 17:553 (2013) /
Ackerman et al, Europace 13:1077 (2011) / Hofman et al, J Am
Coll Cardiol 55:2570 (2010) / Tester et al, Am J Cardiol
106:1124 (2010) / Hedley et al, Hum Mutat 30:1486 (2009) /
Kapplinger et al, Heart Rhythm 6:1297 (2009) / Morita et al,
Lancet 372:750 (2008) / Hofman et al, Eur Heart J 28:575
(2007) / Millat et al, Clin Genet 70:214 (2006) / Priori et al, N
Eng J 348:19 (2003) / Splawski et al, Circulation 102:1178
(2000)
Diagnostik kann in Erwägung gezogen werden bei
seriell verlängerter QTc >460 ms präpubertär bzw.
>480 ms im Erwachsenenalter
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: LQTS (ICD-10 Code: [I45.8])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche 10 Exons der Gene KCNQ1
und KCNH2
Stufe II: Mutationssuche restliche 51 Exons der Gene
KCNQ1, KCNH2, SCN5A, KCNE1 und KCNE2
ggfs.
Stufe III: MLPA-Analyse der Gene KCNQ1, KCNH2,
KCNE1 und KCNE2
ggfs.
seltene Formen (nach Rücksprache) ANK2, KCNJ2,
CAV3, SCN4B, KCNE3, SNTA1
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Makuladegeneration, altersbedingt (ARMD4,
ARMD7) [H35.3]]
OMIM-Nummer: 610698 (ARMD4), 134370 (CFH),
610149 (ARMD7), 602194 (HTRA1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl.-Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die altersbedingte Makuladegeneration (ARMD) ist
eine Erkrankung der Macula lutea (Gelber Fleck) und
ist die häufigste Ursache für den Verlust der Sehkraft
im Alter. Sie betrifft ca. 4,5 Millionen Menschen in
Deutschland. Man unterscheidet zwischen einer trockenen und einer feuchten Form. Von der trockenen
Makuladegeneration (ARMD 4) sind ca. 85% aller
ARMD-Patienten betroffen. Hierbei kommt es durch
abnehmende Stoffwechselleistung zu Lipidablagerungen (Drusen) unter der Netzhaut, die zunächst
asymptomatisch bleiben. Im weiteren Verlauf kann es
zu einem flächigen Zelltod des retinalen Pigmentepithels und somit zu einer Beeinträchtigung der
Sehleistung kommen. Bei der feuchten Makuladegeneration (ARMD 7) kommt es zu einem Einwachsen
von Blutgefäßen unter die Netzhaut, wodurch Ödeme
und Blutungen auftreten. Durch Vernarbung der
Gefäßmembranen kann die Sehfähigkeit weitgehend
verloren gehen. Die feuchte ARMD ist seltener als die
trockene Form und geht mit einem irreversiblen und
schnell fortschreitenden Verlauf einher.
Der größte Risikofaktor für die ARMD ist das Alter.
Desweiteren spielen auch Faktoren wie Rauchen,
ungeschützte Exposition der Augen gegenüber
Sonnenlicht sowie familiäre Veranlagung für die
Erkrankungsentwicklung eine wichtige Rolle. Derzeit
sind verschiedene genetische Varianten bekannt, die
gehäuft im Zusammenhang mit einem der sieben
Subtypen von ARMD auftreten. Die beiden häufigsten
Formen sind ARMD4, die mit einer Variante im
Complement Factor H-Gen assoziiert ist und ARMD7,
die mit einem Polymorphismus in der Promotorregion
im HTRA-Serinprotease 1-Gen (HTRA1-512G>A) korreliert. Der CFH-Y402H-Polymorphismus (rs1061170) ist
in heterozygoter Form mit einem ca. 2- bis 5-fach und
homozygot mit einem 3- bis 8-fach erhöhten Risiko für
die trockene Makuladegeneration (ARMD 4) und
einem frühen Auftreten von Drusen assoziiert. Der
HTRA1-512G/A-Polymorphismus (rs 11200638) befindet sich im regulatorischen Promotorbereich des
HTRA1-Gens und führt vermutlich zu einer erhöhten
Genexpression. Homozygotie für diesen Polymorphismus scheint mit einem bis zu 8-fach erhöhten
Risiko für die feuchte Makuladegeneration (ARMD 7)
assoziiert zu sein.
Indikation
V.a. und DD Makuladegeneration
192
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: ARMD (ICD-10 Code: [H35.3])
Auftrag: CFH-Y402H-, HTRA1-512G/A-Polymorphismus
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird ein Abschnitt des CFHsowie des HTRA-1-Gens amplifiziert. Der Nachweis der
Polymorphismen erfolgt durch Restriktionsanalyse.
Dauer der Untersuchung
2 Wochen
Literatur
Gorin, Mol Aspects Med 33:467 (2012) / Kokotas et al, Clin
Chem Lab Med (2010) / Tang et al, Ann Epidemiol 19:740
(2009) / Tang et al, Ann Epidemiol 19:740 (2009) / Holz et al,
Deutsches Ärzteblatt Jg. 103, Heft 8:482 (2006) / Yang et al,
Science 314:992 (2006) / DeWan et al, Science 308:421 (2006)
/ Klein et al, Science 308:385 (2005) / Haines et al, Science
308:419 (2005) / Edwards et al, Science 308:421 (2005) /
Zareparsi et al, Am J Hum Genet 77:149 (2005) / Stone et al,
N Engl J Med 351:346 (2004)
Malignes Melanom, familiäre Form Typ 2
(CMM2) [C43.9]
OMIM-Nummer: 155601, 600160 (CDKN2A)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Melanome gehören zu den häufigsten Tumorerkrankungen, deren Inzidenz in der westlichen Bevölkerung
mit 1 : 2.500 - 25.000 angegeben wird. Das Erkrankungsrisiko steigt nach dem 20. Lebensjahr stark an.
Hellhäutige Personen mit starker UV-Exposition sowie
Individuen mit dysplastischen oder besonders zahlreichen Nävi haben ein besonders hohes Risiko.
Im Zusammenhang mit familiärem Melanom konnte
ein Tumorsuppressor-Gen (CDKN2A) identifiziert und
funktionell charakterisiert werden. Das vom CDKN2AGen codierte Protein (p16) interagiert mit der Cyclinabhängigen Kinase 4 (CdK4), wodurch die Progression
der Zellen in die G1-Phase des Zellzyklus gehemmt
wird. Durch Mutationen im CDKN2A-Gen wird die
Interaktion von p16 mit Cdk4 vermindert und der
Zellzyklus beschleunigt. Der fehlende Kontrollschritt
kann zur malignen Zelltransformation führen.
Bezüglich seiner universellen Funktion bei der
Tumorigenese scheint p16 mit p53 zu konkurrieren.
CDKN2A ist sowohl in verschiedensten primären
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Tumorzellen als auch in Tumorzelllinien häufig homozygot mutiert bzw. deletiert. Bei familiärem Melanom
findet man in 25 - 50% der Familien ein mutiertes
CDKN2A-Allel in der Keimbahn. Wie bei anderen
Tumorsuppressor-Genen wurde auch bei CDKN2A ein
Verlust der Heterozygotie (LOH) bzw. homozygote
Deletionen in Tumorzellen nachgewiesen.
Bei der prädiktiven genetischen Diagnostik werden
gesunde Risikopersonen untersucht, in der Regel erstgradige Verwandte von Betroffenen. Hier sollte jede
genetische Diagnostik mit dem Angebot einer genetischen Beratung verbunden sein. Bei einer prädiktiven
Diagnostik muss vor der Untersuchung und nach
Vorliegen des Resultats eine genetische Beratung
erfolgen (§10, Abs. 2 GenDG). Eine Ausnahme davon
ist nur möglich, wenn eine schriftliche Verzichtserklärung der Risikoperson nach schriftlicher
Aufklärung über die Beratungsinhalte vorliegt. Gemäß
den Empfehlungen der Fachgesellschaften sollte eine
psychotherapeutische Betreuung vor, während und
nach der Untersuchungsphase bestehen.
Indikation
V.a. und DD familiäres malignes Melanom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Malignes Melanom (ICD-10 Code: [C43.9])
Auftrag: Mutationssuche CDKN2A-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 3 Exons des
CDKN2A-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3 Wochen
Literatur
Aspinwall et al, Cancer Epid Biom Prev 17:1510 (2008) /
Bishop et al, Lancet Oncol 8:46 (2007) / Chin et al, Genes Dev
20:2149 (2006) / Takata et Saida, J Dermatol Sci 43:1 (2006) /
Haluska et al, Clin Cancer Res 12:2301 (2006) / Hansen et al,
Lancet Oncol 5:314 (2004) / Hayward, Oncogene 22:3053
(2003) / Auroy et al, Genes Chromosomes Cancer 32:195
(2001) / Pollock et al, Clin Lab Med 20:667 (2000) / Monzon et
al, New Eng J Med 338:879 (1998) / Pollock et al, Hum Mut
11:424 (1998) / Harland et al, Hum Molec Genet 6:2061
(1997) / Dracopoli and Foundtain, Cancer Surv 26:115 (1996)
Marfan-Syndrom (MFS) [Q87.4]
OMIM-Nummer: 154700, 134797 (FBN1)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei MFS handelt sich um eine autosomal-dominant
vererbte Erkrankung des Bindegewebes mit einer
Häufigkeit 1:5.000 – 1:10.000. Molekulare Grundlage
des klassischen MFS sind Mutationen in Fibrillin-1.
Daher wird MFS auch als Fibrillinopathie bezeichnet.
Fibrillin wird von den Fibroblasten sezerniert und ist
neben Kollagen und Elastin der wichtigste strukturelle
Bestandteil der extrazellulären Bindegewebsmatrix.
Durch das weit verbreitete Mikrofibrillensystem im
Organismus können Fibrillin-1-Mutationen zu einem
breiten Spektrum von klinischen Manifestationen in
verschiedenen Organsystemen führen, wobei das
Herz- und Gefäßsystem, das Skelett und die Augenbeteiligung (Linsenluxation) im Vordergrund stehen.
Für die klinische Diagnosestellung vorliegende charakteristische Haupt- und Nebenkriterien im Skelett und
Herz-Kreislaufsystem, den Augen, sowie des Integuments wurden 1996 in der Ghenter Nosologie
zusammengefasst. Die altersabhängige Ausprägung
einiger Symptome hat die Diagnosestellung bei
Kindern oder Jugendlichen oftmals erschwert. 2010
wurde die Ghenter Nosologie revidiert und dabei
mehr Gewicht auf die Kardinalsymptome Aortenwurzelaneurysma bzw. -dissektion und Ektopia lentis
gelegt, die nun alleine ausreichen, um die klinische
Diagnose zu stellen. Alle anderen Organmanifestationen
werden als systemische Beteiligung gewertet, wenn
ein bestimmter score erreicht wird, wobei unspezifische Symptome im Vergleich zu 1996 herausgenommen wurden. Das Vorliegen einer isolierten Aortenwurzeldilatation bzw. -dissektion in Kombination mit
systemischer Beteiligung sichert ebenfalls die
Diagnose MFS. Auch der molekulargenetische Befund
hat mehr Gewicht bekommen, indem jetzt bei
Vorliegen einer isolierten Aortenwurzeldilatation bzw.
-dissektion oder einer isolierten Linsenluxation mit
dem Nachweis einer Mutation im FBN1-Gen die
Diagnose Marfan-Syndrom gesichert werden kann.
Das FBN1-Gen erstreckt sich über 230 Kilobasen genomischer DNA und besteht aus codierenden 65 Exons.
Das Protein Fibrillin-1 besteht aus 2.871 Aminosäuren
und einem Molekulargewicht von etwa 350 Kilodalton.
Bisher sind mehr als 1.300 verschiedene Mutationen
im FBN1-Gen beschrieben, die über das gesamte Gen
verteilt sind. 2/3 aller FBN1-Mutationen verursachen
Aminosäureaustausche, etwa 3/4 davon betreffen
eine der 43 Kalzium-bindenden (cb), Epidermal Growth
Factor (EGF)-ähnlichen Motive. Missense-Mutationen
innerhalb verschiedener Domänen des Fibrillin-1
Proteins können sowohl zum klassischen MFS führen,
als auch mit milden Phänotypen mit reinen Skelettmanifestationen oder Mitralklappenprolaps assoziiert
sein. 20% aller FBN1-Mutationen führen zum transla-
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
tionalen Stop, d.h. zum Abbau der mutanten
Transkripte und zur Reduktion der Fibrillin-1Proteinbiosynthese auf 50%. Diese Mutationen sind
sowohl bei Patienten mit klassischem MFS beschrieben als auch bei den alternativen Diagnosen MASSPhänotyp (Myopie, Mitralklappenprolaps, grenzwertige Aortenwurzeldilatation, Striae und Skelettbeteiligung), Ectopia Lentis Syndrom (ELS) und Mitralklappenprolaps-Syndrom (MVPS). Spleißmutationen
(12%) oder Deletionen sind – wenn sie zum Verlust
ganzer Exons unter Beibehaltung des Leserasters führen – oft mit besonders schweren Phänotypen assoziiert. Intragene Deletionen, die ein oder mehrere
Exons betreffen, machen etwa 2% aller Mutationen
im FBN1-Gen aus und können mit MLPA (Multiplex
Ligation Dependent Probe Amplification) nachgewiesen werden. In begrenzten Umfang lassen Art und
Lokalisation von Mutationen eine Genotyp-PhänotypKorrelation zu. Am deutlichsten ist ein Zusammenhang zwischen Mutationen in der Region zwischen
Exon 24-32 und dem schwer und progressiv verlaufenden neonatalen MFS (nMFS).
Bei Patienten mit klassischem MFS, bei denen die klinische Diagnose anhand der Ghenter Kriterien von
1996 gestellt werden kann, werden in bis zu 95%
Mutationen im FBN1-Gen identifiziert. Bei Patienten,
die eine Teilsymptomatik eines MFS mit zusätzlichen
Merkmalen zeigen (Patienten mit Marfan-ähnlichem
Syndrom, MFS2 oder unvollständiger MarfanSymptomatik), und bei denen keine Mutation im
FBN1-Gen nachgewiesen werden kann, können in 525% Mutationen in den Genen für die Rezeptoren des
Transforming Growth Factor Beta (TGFBR1- bzw.
TGFBR2-Gen) identifiziert werden.
Diagnose: Marfan-Syndrom (MFS)
(ICD-10 Code: [Q87.4])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche FBN1-Gen,
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik FBN1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 65 codierenden Exons des FBN1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des FBN1-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: Komplettsequenzierung FBN1-Gen, 4 Wochen
Stufe II: MLPA-Analyse FBN1-Gen, 2 Wochen
Literatur
Baetens et al, Hum Mutat doi: 10.1002/humu.21525 (2011) /
Faivre et al, Clin Genet doi: 10.1111/j.1399-0004 (2011) /
Loeys et al, J Med Genet 47:476 (2010) / Arslan-Kirchner et al,
Eur J Hum Genet 18. doi: 10.1038/ejhg (2010) / Stheneur et al,
Eur J Hum Genet 17:1121 (2009) / Faivre et al, Eur J Hum
Genet 17:491 (2009) / Faivre et al, J Med Genet 45: 384 (2008)
/ Faivre et al, Am J Hum Genet 81:454 (2007) / Comeglio et al,
Hum Mutat 28:928 (2007) / Dean, Eur J Hum Genet 15:724
(2007) / Matyas et al, Hum Genet 122:23 (2007) / De Paepe et
al, Am J Med Genet 62:417 (1996)
Marfan-Syndrom Typ 2 (MFS2) [Q87.4]
OMIM-Nummer: 154705, 190181 (TGFBR1), 190182
(TGFBR2)
Dr. rer. nat. Karin Mayer, Dr. med. Imma Rost
Schematische Darstellung der verschiedenen Domänen
des Fibrillin-1-Proteins: 47 EGF-Motive, von denen 43
zusätzlich eine Ca2+-bindende Konsensussequenz aufweisen (cbEGF). In Wiederholungen angeordnete cbEGFMotive sind durch LTBP-Motive, die Homologie zum
Latent Transforming Growth Factor ß Binding Protein aufweisen, und Hybrid-Motive zwischen cbEGF und LTBP
unterbrochen
Indikation
V.a. und DD Marfan-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
194
Wissenschaftlicher Hintergrund
Unter dem Begriff MFS2 wurde ursprünglich ein
Phänotyp zusammengefasst, welcher ähnlich wie das
klassische Marfan-Syndrom durch Skelettauffälligkeiten (Großwuchs, Arachnodaktylie, Trichterbrust)
und kardiovaskuläre Symptome (Mitralklappenprolaps, Aortenwurzelerweiterung, Aortenaneurysma)
gekennzeichnet ist, jedoch keine Augenbeteiligung,
insbesondere keine Linsenluxation, aufweist. Der
MFS2-Phänotyp zeigt neben Überlappungen mit dem
klassischen MFS vor allem fließende Übergänge zum
Loeys-Dietz-Syndrom (LDS). Mit der klinischen und
molekulargenetischen Definition des LDS 2005
erscheint die Bezeichnung MFS2 als eigene Entität
mittlerweile fragwürdig.
Bereits 1993 wurde auf Chromosom 3p25-p24.2 ein
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
zweiter Genort für Marfan-Syndrom anhand einer
Familie mit klinischen Symptomen des MASSPhänotyps ohne Augenbeteiligung lokalisiert und als
MFS2 bezeichnet. 2004 wurde bei einem anderen
Patienten mit MFS2 eine Translokation mit dem
Bruchpunkt in 3p24.1, im TGFBR2-Gen, identifiziert.
Bei der 1993 beschriebenen MFS2-Famile wurde 2004
ebenfalls eine TGFBR2-Mutation nachgewiesen.
Damit wurde erstmals ein Zusammenhang zwischen
Mutationen im TGFBR2-Gen und MFS2 hergestellt.
MFS2 wird wie LDS durch Mutationen im TGFBR1- und
TGFBR2-Gen verursacht. Mittlerweile wurden in 525% der Patienten mit Marfan-ähnlichem Syndrom,
MFS2 oder unvollständiger Marfan-Symptomatik und
negativer Mutationssuche im FBN1-Gen Mutationen
in TGFBR2 und TGFBR1 identifiziert.
Indikation
Marfan-Syndrom ähnliche Symptome ohne Augenbeteiligung; keine Mutation im FBN1-Gen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Marfan-Syndrom Typ 2 (MFS2)
(ICD-10 Code: [Q87.4])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche TGFBR2-Gen,
und/oder
Stufe II: Mutationssuche TGFBR1-Gen,
und/oder
Stufe III: Deletionsdiagnostik TGFBR1- und TGFBR2Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 7 Exons des
TGFBR2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 9 Exons
des TGFBR1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse der Gene TGFBR2 und TGFBR1 mittels MLPA
durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Stufe III: weitere 2 Wochen
Literatur
Chung et al, Am J Med Genet 149A: 1452 (2009) / Stheneur
et al, Hum Mutat 29:E284 (2008) / Mizuguchi et Matsumoto,
J Hum Genet 52:1 (2007) / Singh et al, Hum Mutat 27:770
(2006) / Matyas et al, Hum Mutat 27:760 (2006) / Sakai et al,
Am J Med Genet 140A:1719 (2006) / Loeys et al, Nat Genet
3:275 (2005) / Dietz et al, Am J Med Genet 139C:4 (2005) /
Mizoguchi et al, Nat Genet 36:855 (2004) / Collod et al,
Nature Genet 8:264 (1994) / Boileau et al, Am J Hum Genet
53:46 (1993)
Marshall-Syndrom [M35.9]
OMIM-Nummer: 154780, 120280 (COL11A1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Beim Marshall-Syndrom handelt es sich um eine autosomal-dominant vererbte Bindegewebsdysplasie,
deren Häufigkeit auf 1:10.000 geschätzt wird. Die
Erkrankung ist ähnlich dem Stickler-Syndrom durch
Mittelgesichtshypoplasie, starke Kurzsichtigkeit und
sensineurale Schwerhörigkeit gekennzeichnet.
Patienten mit Marshall-Syndrom sind jedoch
besonders oft kleinwüchsig, taub und zeigen stärker
ausgeprägte Dysmorphiezeichen.
Die molekulare Ursache der Erkrankung liegt in einer
Störung des Kollagen Typ XI, welches aus Heterotrimeren dreier unterschiedlicher Ketten a1(XI), a2(XI),
a3(XI) aufgebaut ist. Die Ketten a1(XI), a2(XI) sind die
Genprodukte von COL11A1 und COL11A2; a3(XI) ist
ein posttranslational modifiziertes Produkt des
COL2A1-Gens. Das Marshall-Syndrom ist auf Mutationen im COL11A1-Gen zurückzuführen, häufig sind
Spleißmutationen für ein fehlerhaftes Protein verantwortlich. Da beim Stickler-Syndrom in Ausnahmefällen auch das COL11A1-Gen betroffen ist, welches
ebenfalls für Komponenten des Kollagen Typ XI
codiert, erklärt sich aus der molekularen Pathologie
das überlappende Spektrum klinischer Symptome beider Syndrome. Mutationen im COL11A2-Gen sind hingegen die Ursache der autosomal-rezessiv vererbten
otospondylomegaepiphysären Dysplasie (s. dort) mit
missgebildeten Extremitäten bei fehlender Augensymptomatik.
Indikation
V.a. und DD Marshall-Syndrom und andere Kollagen
Typ II-Erkrankungen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Marshall-S. (ICD-10 Code: [M35.9])
Auftrag: Mutationssuche COL11A1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 68 Exons des
COL11A1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
4 Wochen
Literatur
Majava et al, Am J Med Genet 143A:258 (2007) / Melkoniemi
et al, Am J Hum Genet, 66:368 (2000) / Annunen et al, Am J
Hum Genet, 65:974 (1999) / Wittkowski et al, Lexikon der
Syndrome und Fehlbildungen, 6. Auflage (1999)
Meckel-Gruber-Syndrom [Q61.9]
OMIM-Nummer: 249000, 609883 (MKS1), 607361,
609884 (TMEM67/MKS3/NPHP11), 611134, 610142
(CEP290/NPHP6), 611561, 610937 (PPGRIP1L/
NPHP8), 612284, 612013 (CC2D2A), 267010, 608002
(NPHP3), 614209, 614144 (B9D1/MKSR1), 614175,
611951 (B9D2/MKSR2), 209900, 613580 (WDPCP/
BBS15)
Dr. med. Julia Höfele
Wissenschaftlicher Hintergrund
Beim Meckel-Gruber-Syndrom (MKS) handelt es sich
um eine autosomal-rezessive vererbte Erkrankung.
Sie ist gekennzeichnet durch Nierenzysten, okzipitale
Enzephalozele und weitere Hirnfehlbildungen, Mikrophthalmie, Polydaktylie, Situs inversus, Gallengangsdysplasie, Leberzysten/Leberfibrose und pulmonale
Hypoplasie. Neugeborene mit MKS versterben meist
innerhalb der ersten zwei Lebenswochen. Oftmals
wird schon pränatal bei der Ultraschall-Untersuchung
an der Kombination der Fehlbildungen der Verdacht
auf das Vorliegen eines MKS geäußert. Die Häufigkeit
für das Auftreten von MKS wird mit ca. 1-8:100.000
angegeben, wobei die Häufigkeit in Populationen mit
gehäuften Verwandtenehen deutlich erhöht ist.
Ähnlich der Nephronophthise weist auch das MKS
Genlocus-Heterogenie
auf.
Bisher
konnten
Mutationen in neun Genen identifiziert werden, eine
Mutationsanalyse ist daher sehr umfangreich. Das
MKS zählt zu den sogenannten Ziliopathien. Zilien sind
spezielle Zellfortsätze, die unterschiedliche Aufgaben
erfüllen. Sie dienen u.a. als Mechano-, Chemo- und
Osmosensoren. Desweiteren spielen sie eine entscheidende Rolle bei zahlreichen Signalwegen und
sind für eine adäquate Organentwicklung, die
Aufrechterhaltung der Gewebehomöostase und bei
grundsätzlichen Entwicklungsprozessen wichtig.
Indikation
V.a. Meckel-Gruber-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
196
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Meckel-Gruber-Syndrom
(ICD-10 Code: [Q61.9])
Auftrag: Mutationsanalyse der Gene B9D1 (MKSR1),
B9D2 (MKSR2), CC2D2A, CEP290, MKS1, MKS3
(TMEM67), NPHP3, RPGRIP1L und WDPCP
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2-3 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons
der Gene B9D1 (MKSR1), B9D2 (MKSR2), CC2D2A,
CEP290, MKS1, MKS3 (TMEM67), NPHP3, RPGRIP1L
und WDPCP einschließlich Spleißstellen nach
Anreicherung durch Sondenhybridisierung mittels
Next Generation Sequencing (NGS) untersucht.
Die Untersuchung mit NGS ist keine Regelleistung der
Krankenkassen; vor der Untersuchung muss daher
eine Kostenübernahme bei der Krankenversicherung
beantragt werden.
Dauer der Untersuchung
4-8 Wochen
Literatur
Sang et al, Cell 145:513 (2011) / Wolf et al, Pediatr Nephrol
26:181 (2011)
MECP2-Duplikationssyndrom [F84.9]
OMIM-Nummer: 300260, 300005 (MECP2)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh,
Dr. med. Dagmar Wahl
Wissenschaftlicher Hintergrund
Beim MECP2-Duplikationssyndrom handelt es sich um
eine X-chromosomal-rezessiv vererbte Erkrankung,
die auf einer Duplikation in der chromosomalen
Region Xq28 beruht. Die betroffenen männlichen
Patienten sind hauptsächlich charakterisiert durch
eine deutliche mentale Retardierung und Hypotonie
der Rumpf- und Gesichtsmuskulatur. Des Weiteren
definieren epileptische Anfälle, progressive Spastik,
eine erhöhte Infektanfälligkeit sowie leichte faziale
Auffälligkeiten wie große Ohrmuscheln und eine flache Nasenwurzel den klinischen Phänotyp. Es besteht
eine schwere Entwicklungsstörung mit weitgehend
fehlender Sprachentwicklung. Freies Gehen wird oft
nicht erreicht. Obligate Überträgerinnen zeigen in der
Regel keine klinische Symptomatik und weisen eine
verschobene X-Inaktivierung auf
Die für das MECP2-Duplikationssyndrom ursächliche
duplizierte Region Xq28 umfasst mehrere Gene,
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
wobei die Duplikation des MECP2-Gens als ursächlich
für die neurologische Symptomatik gilt. Inwieweit die
zusätzlich duplizierten Gene einen Einfluss auf den
Phänotyp haben, ist bisher nicht eindeutig geklärt. In
einer Studie konnte in einem Kollektiv von 134 männlichen Patienten mit mentaler Retardierung und
schweren, meist progressiven neurologischen
Symptomen in 2% eine Duplikation in der chromosomalen Region Xq28 nachgewiesen werden. Nach
Lugtenberg et al. 2009 sollte bei männlichen
Patienten mit neurodegenerativer Erkrankung und
mentaler Retardierung unklarer Ursache eine
Duplikation des MECP2-Gens erwogen werden.
Indikation
Männliche Patienten mit V.a. MECP2-Duplikationssyndrom, Jungen mit schwerer mentaler Retardierung,
fehlender Sprachentwicklung, Hypotonie der Rumpfund Gesichtsmuskulatur und Spastik der unteren
Extremität, Mütter von betroffenen Kindern mit nachgewiesener Mutation
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: MECP2-Duplikationssyndrom
(ICD-10 Code: [F84.9])
Auftrag: MLPA-Analyse MECP2-Gen (Xq28 Region)
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird eine quantitative Analyse
der chromosomalen Region Xq28 mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
2 Wochen
Literatur
Reardon et al, Eur J Pediatr 169:941 (2010) / Lugtenberg et al,
Eur J Hum Genet 17:444 (2009) / Clayton-Smith et al, Eur J
Hum Genet 17:434 (2009) / Kirk et al, Clin Genet 75:301
(2009) / Friez et al, Pediatrics 118:e1687 (2006) / Van Esch et
al, Am J Hum Genet 77:442 (2005)
Metaphysäre Chondrodysplasie Typ Schmid
(MCDS) [Q78.5]
OMIM-Nummer: 156500, 120110 (COL10A1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
MCDS ist eine seltene autosomal-dominant vererbte
Erkrankung, die mit moderatem Minderwuchs assoziiert ist. Meist wird sie während des 2. und 3.
Lebensjahres diagnostiziert. Die Gliedmaßen sind verkürzt, die Patienten haben eine Coxa vara und bogenförmige Gliedmaßen, was zu einem auffälligen Gangbild führt. Radiologisch sind Läsionen der Metaphysen
erkennbar.
Ursächlich sind Mutationen im COL10A1-Gen, das für
ein kurzes Kollagen Typ X codiert. Wahrscheinlich ist
Kollagen Typ X regional an der Organisation der extrazellulären Matrix beteiligt. Eine Wechselwirkung mit
anderen Kollagenen scheint hier essentiell zu sein.
Bislang sind ca. 40 unabhängige Fälle mit Mutationen
beschrieben. Fast alle Mutationen befinden sich in der
carboxy-terminalen Region NC1. Für einige Mutationen
wurde ein gewebsspezifischer Abbau mutierter mRNA
nachgewiesen.
Indikation
V.a. und DD MCDS
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: MCDS (ICD-10 Code: [Q78.5])
Auftrag: Mutationssuche COL10A1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 3 Exons des
COL10A1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3 Wochen
Literatur
Tan et al., Am J Hum Genet 82:786, 2008 / Ho et al, Hum Mol
Genet 16:1201 (2007) / Makitie et al, Am J Med Genet
137:241 (2005) / Bateman et al, Hum Mutat 23:396 (2004)
Methylentetrahydrofolatreduktase- (MTHFR-)
Defizienz [E72.1]
OMIM-Nummer: 236250 (MTHFR-Defizienz), 603174
(Homozysteinämie), 607093 (MTHFR)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl. Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Methylentetrahydrofolat-Reduktase- (MTHFR-)
Defizienz ist eine seltene, autosomal-rezessiv vererb-
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
te Störung des Folsäurestoffwechsels, die zu variablen
neurologischen Symptomen wie Muskelschwäche,
Parästhesien, mangelnde Koordination und
Einschränkung der Merkfähigkeit führen kann. Das
Enzym Methylentetrahydrofolatreduktase (MTHFR)
spielt eine wesentliche Rolle im Homocysteinstoffwechsel. Die MTHFR katalysiert die Reduktion von
5,10-Methylentetrahydrofolat zu 5-Methyl-Tetrahydrofolat (THF), welches ein wichtiger Methylgruppendonor
ist. Durch einen Enzymmangel wird vermindert 5Methyl-THF für die Remethylierung von Homocystein
zu der essentiellen Aminosäure Methionin zur Verfügung gestellt. Die Restaktivität der MTHFR ist in der
Regel <10%. Die Folgen sind Homocystinurie, Hyperhomocysteinämie (Homocysteinspiegel >100µmol/l)
und reduzierte Methionin-Plasmakonzentrationen.
Ursächlich sind Mutationen im MTHFR-Gen, welches
auf dem langen Arm von Chromosom 1 lokalisiert ist.
Deutlich häufiger tritt eine milde Form der MTHFRDefizienz auf, die durch eine thermolabile Variante
des Enzyms mit eingeschränkter Funktion verursacht
wird. Diese milde Form ist gekennzeichnet durch
erhöhte Homocysteinspiegel (Hyperhomocysteinämie),
im Gegensatz zur klassischen Form treten allerdings
keine neurologischen Symptome auf. Molekulargenetisch kann zumeist der häufige C677TPolymorphismus (rs1801133) in Exon 5 des MTHFRGens nachgewiesen werden. Homozygotie für diesen
Polymorphismus ist mit einem erhöhten Homocysteinspiegel assoziiert. Eine schwach positive
Assoziation mit multifaktoriellen Erkrankungen wie
z.B. Thrombophilie oder Neuralrohrdefekte (Spina
bifida) ist ebenfalls nur für homozygote Merkmalsträger und nur in Kombination mit weiteren Risikofaktoren beschrieben. Eine ausreichende Versorgung
mit Folsäure, Vitamin B6 und B12 ist für Träger des
T/T-Genotyps empfehlenswert. Ein weiterer Polymorphismus im MTHFR-Gen, A1298C (rs1801131), ist
in kombinierter Heterozygotie mit dem C677TPolymorphismus ebenfalls mit verminderter Enzymaktivität und erhöhten Homocysteinkonzentrationen
im Blut assoziiert. Homozygotie für den C/C-Genotyp
hat jedoch keine Auswirkung auf den Folat-abhängigen Homocysteinmetabolismus.
Die Bestimmung des MTHFR-Genotyps wird derzeit
nur für Patienten mit einer Plasma-Homocysteinkonzentration (tHyc) von >50 µmol/L empfohlen. Im
Zusammenhang mit Thrombophilie ist die Untersuchung zum gegenwärtigen Zeitpunkt nicht
Bestandteil der vertragsärztlichen Versorgung.
MTHFR
Tetrahydrofolat
5-Methyltetrahydrofolat
Methionin
Homocystein
Indikation
V.a. und DD Hyperhomocysteinämie bei tHyc
>50µmol/l bzw. Homocystinurie
198
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Hyperhomocysteinämie
(ICD-10-Code: [E72.1])
Auftrag: MTHFR-C677T, -A1298C Genotypisierung
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden zwei Abschnitte des
MTHFR-Gens amplifiziert. Der Nachweis der
Polymorphismen erfolgt durch Sonden-Hybridisierung
und Schmelzkurvenanalyse (Lightcycler-Assay).
Dauer der Untersuchung
5 Tage
Literatur
Cullen et al, J Lab Med 33:283 (2009) / Ulvik et al, Hum Genet,
121:57 (2007) / Macis et al, Breast Cancer Res Treat (2007) /
Hubner et al, Int J Cancer 120:1027 (2007) / Hobbs et al, J Med
Genet 43:162 (2006) / Ren et al, Fertil Steril 86:1716 (2006) /
Casas et al, Lancet 365:224 (2005) / Strohle et al, Int J Oncol
26:1449 (2005) / Hertefelder et al, Deutsches Ärzteblatt
46:2625 (2004) / Yano et al, Neurogenetics 5:135 (2004) /
Azem et al, Hum Reprod 19:368 (2004), Erratum in: Hum
Reprod 19:1238 (2004) / Unfried et al, Obstet Gynecol 99:614
(2002) / Schwahn et al, Am J Pharmacogenomics 1:189 (2001)
/ Sibani et al, Hum Mutat 15:280 (2000) / Fujimura et al,
Thromb Res 98:1 (2000) / Welch et al, New Eng J Med
338:1042 (1998) / Schneider et al, Am J Hum Genet 62:1258
(1998) / Ridker et al, Circulation 95:1777 (1997) / Schwartz et
al, Circulation 96:412 (1997)
Meulengracht- (Gilbert-) Syndrom [E80.4]
OMIM-Nummer: 143500, 191740 (UGT1A1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl.-Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Meulengracht- (Gilbert-) Syndrom führt zu einer
milden, chronisch stabilen oder intermittierenden,
unkonjugierten Hyperbilirubinämie ohne eine strukturelle Lebererkrankung oder Hämolyse. Es ist die
häufigste Erkrankung des hepatischen BilirubinStoffwechsels und eine der häufigsten Ursachen für
einen Ikterus neonatorum. Die Bilirubinkonzentration
im Serum liegt bei etwa 1-6 mg/dl.
Das Meulengracht- (Gilbert-) Syndrom beruht auf
einer angeborenen, autosomal-rezessiv vererbten
Einschränkung der Synthese der Bilirubin-UDPGlukuronyltransferase auf rund 30% Restaktivität.
Ursache der Synthesestörung ist in den meisten Fällen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
eine Dinukleotidexpansion [TA]6>[TA]7 (rs3064744)
im Bereich der TATA-Box des UGT1A1-Promotors,
wodurch die Transkriptionsrate des Gens herabgesetzt ist. Die Häufigkeit der homozygoten Träger des
[TA]7-Polymorphismus in der Gesamtbevölkerung
liegt bei 10-19%, die Zahl der klinisch manifesten Fälle
wird auf 2-12% geschätzt. Der Phänotyp wird durch
Umweltfaktoren und Ernährung (Fett-, Alkohol- und
Nikotingenuss) modifiziert. Die klinische Diagnose
erfolgt durch eine 400 Kalorien-Diät über 24 h,
wodurch es bei den meisten homozygoten Merkmalsträgern zu einem Anstieg des Serumbilirubins kommt.
Bereits Heterozygotie für das [TA]7-Allel ist mit einer
Arzneimittelunverträglichkeit unter IrinotecanTherapie assoziiert.
Indikation
V.a. Meulengracht- (Gilbert-) Syndrom bei DD
Hyperbilirubinämie, Ikterus neonatorum
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Meulengracht- (Gilbert-) Syndrom
(ICD-10-Code: [E80.4])
Auftrag: UGT1A1-TA-Promotor-Expansion
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird der relevante Abschnitt
des UGT1A1-Gens sequenziert.
Dauer der Untersuchung
1 Woche
Literatur
Strassburg, Best Pract Res Clin Gastroenterol 24:555 (2010) /
Perera et al, Pharmacotherapy 28: 755 (2008) / Teng et al, Clin
Genet 72:321 (2007) / Servedio et al, Hum Mutat 25:325
(2005) / Bosma, J Hepatol 38:107 (2003) / Laforgia et al, J
Perinat Med 30:166 (2002) / Hsieh et al, Am J Gastroenterol
96:1188 (2001) / Monoghan et al, Lancet 347:578 (1996)
Migräne, familiäre hemiplegische (FHM)
[G43.1]
OMIM-Nummer: 141500, 601001 (CACNA1A), 602481
182340 (ATP1A2), 609634 (FHM3), 182389 (SCN1A)
Dr. med. Imma Rost, Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Familiäre Hemiplegische Migräne (FHM) ist eine
seltene (Prävalenz ca. 1:10.000) monogen bedingte
Form der Migräne. Sie gehört gemäß den Kriterien der
International Headache Society von 2004 zu den
Migräneformen mit Aura. Die Aura kann wie bei anderen Migräneformen visuelle, sensorische und sprachliche Störungen beinhalten, bei der FHM kommt jedoch
noch eine motorische Störung in Form einer reversiblen Hemiparese, die länger anhalten kann, hinzu. Bei
20 – 40% der Familien werden zusätzliche zerebelläre
Symptome wie progrediente, leichte Ataxie und/oder
Nystagmus beschrieben. Für die familiäre Form ist
definitionsgemäß mindestens ein weiterer erstgradig
Verwandter mit der Erkrankung gefordert.
Die Aura wird vermutlich durch die am Tiermodell
nachgewiesene CSD („cortical spreading depression“)
verursacht, eine sich langsam über die Hirnrinde ausbreitende Depressionswelle, die andere neuronale
Aktivität vorübergehend hemmt. Die eigentlichen
Kopfschmerzen sollen durch eine Aktivierung des sog.
trigeminovaskulären Systems (TGVS) entstehen.
Therapeutisch und prophylaktisch können Medikamente wie bei der Migräne eingesetzt werden;
Triptane und andere vasokonstriktorische Substanzen
sollten vermieden werden.
Die drei bisher bekannten ursächlichen Gene
(CACNA1A, ATP1A2 und SCN1A) codieren entweder
für Komponenten von Ionenkanälen (CACNA1A und
SCN1A) bzw. eine Na+- K+- ATPase (ATP1A2). Die FHM
gehören damit zu den Ionenkanalerkrankungen. Da
nicht in allen Familien Mutationen in diesen Genen
nachgewiesen wurden, werden weitere seltenere
Formen (FHM4-6) vermutet. Die sporadische Form
(SHM) wird durch dominante Neumutationen oder
eine reduzierte Penetranz erklärt. Je nach der untersuchten Population wurden bei der SHM keine oder
selten Mutationen in den bisher bekannten, die FHM
verursachenden Genen gefunden. Da sich die Formen
klinisch wenig unterscheiden, kann bei der molekulargenetischen Abklärung die Untersuchung der drei
Gene mittels Next Generation Sequencing (NGS) in
einem Ansatz erfolgen.
Die FHM zeigt klinische, genetische und pathophysiologische Überschneidungen zu den Epilepsien und
weiteren neurologischen Erkrankungen. Mutationen
in den drei ursächlichen Genen sind auch als Ursache
von Epilepsien beschrieben, das SCN1A-Gen z.B. als
Ursache
des
Dravet-Syndroms
oder
der
Generalisierten Fieberkrämpfe plus (GEFS+).
Aufgrund der autosomal-dominanten Vererbung
besteht für Nachkommen von Mutationsträgern ein
Wiederholungsrisiko von 50 %.
Indikation
V.a. FHM
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Familiäre Hemiplegische Migräne (FHM)
(ICD-10 Code: [G43.1])
Auftrag: Mutationssuche CACNA1A-, ATP1A2- und
SCN1A-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons
der Gene CACNA1A, ATP1A2 und SCN1A einschließlich
Spleißstellen nach Anreicherung durch Sondenhybridisierung mittels Next Generation Sequencing
(NGS) untersucht.
Die Untersuchung mit NGS ist derzeit keine Regelleistung der Krankenkassen; vor der Untersuchung
muss daher eine Kostenübernahme bei der Krankenversicherung beantragt werden.
Dauer der Untersuchung
4-6 Wochen
Literatur
Zameel Cader M, Hum Mol Genet Aug 14. [Epub ahead of
print] (2013) / Di Lorenzo, C et al, J Headache Pain 13:571
(2012) / Weir GA et al, BMC Med 9:16 (2011) / Russel MB,
Lancet Neurol 10, 5:457 (2011) / Pietrobon D, J Physiol
588.11:1871 (2010) / de Vries B et al, Hum Genet 126(1):115
(2009) / Haan J et al, Cephalalgia 28:105 (2007) / Kubisch C,
Med Gen 19:330 (2007)
Mikrozephalien, primäre autosomal-rezessive
[Q02]
OMIM-Nummer: 251299 (MCPH1), 607117 (MCPH1),
604317 (MCPH2), 613583 (WDR62), 604804 (MCPH3),
608201 (CDK5RAP2), 604321 (MCPH4), 609173
(CASC5), 608716 (MCPH5), 605481 (ASPM), 608393
(MCPH6), 613676 (SKCL4), 609279 (CENPJ), 612703
(MCPH7), 181590 (STIL), 614673 (MCPH8), 611423
(CEP135), 614852 (MCPH9), 613823 (SKCL5), 613529
(CEP152), 615095 (MCPH10), 610827 (ZNF335),
210720 (MOPD2), 605925 (PCNT)
Dr. med. Imma Rost,
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Autosomal rezessive primäre Mikrozephalien sind
sehr seltene Störungen. In der mitteleuropäischen
Bevölkerung liegt die Häufigkeit bei ca. 1:1 Mio, in
Pakistan bei etwa 1:10.000. Sie sind dadurch gekennzeichnet, dass der Kopfumfang bei Geburt bzw.
bereits im letzten Schwangerschaftsdrittel mindestens zwei Standardabweichungen unterhalb des
Medianwertes liegt. Im Alter von einem halben Jahr
200
kann die Abweichung -3 Standardabweichungen und
mehr betragen.
Es handelt sich um eine heterogene Gruppe von derzeit 10 Erkrankungen, deren Gene bekannt sind.
Die diagnostischen Kriterien sind:
- Kopfumfang von -2 SD bei Geburt und unter -3 SD
innerhalb des 1. Lebensjahres;
- beeinträchtigte kognitive, aber kaum beeinträchtigte motorische Entwicklung mit
Sprachentwicklungsverzögerung und
Aufmerksamkeitsdefizit;
- keine schwerwiegenden neurologischen
Symptome, außer Krampfanfälle bei ca. 10%;
- keine schwerwiegenden Fehlbildungen, nur
diskrete Dysmorphiezeichen infolge der
Mikrozephalie, wie die schmale zurückweichende
Stirn, gelegentlich Kleinwuchs mit Körpermaßen
ebenfalls zwischen der 2. und 3. SD unterhalb des
Medians;
- Reduktion des Gehirnvolumens, die sowohl die
weiße als auch die graue Substanz betrifft, wobei
die Hirnrinde eine vereinfachte Gyrierung zeigen
kann. Zusätzlich können als Zeichen einer neuronalen Migrationstörung auch z. B. periventrikuläre
Heterotopien, kortikale Dyplasie oder eine
Polymikrogyrie gefunden werden. Dies v.a. bei
der MCPH2 (Mutationen in WDR2), bei der auch
Schizenzephalie und Lissenzephalie vorkommen
können.
Die Proteine, die durch die Mikrozephalie-Gene
codiert werden, sind centrosomale Proteine, deren
Mutationen ein Ungleichgewicht zwischen der
Zellproliferation der neuronalen Progenitorzellen und
dem Zelluntergang bewirken und somit letztlich zu
einer verminderten Neuronenzahl und einem kleineren Gehirnvolumen führen. Es besteht eine Allelie der
MCPH6 zum Seckel-Syndrom Typ 4 und der MCPH9
zum Seckel-Syndrom Typ 5, da Loss-of-functionMutationen in CENPJ bzw. in CEP152 diese Formen
des Seckel-Syndroms verursachen. Klinische Überlappungen gibt es mit dem Mikrozephalen Osteodysplastischen Primordialen Kleinwuchs (MOPD2),
der sich vom Seckel-Syndrom durch einen ausgeprägteren Minderwuchs, eine weniger ausgeprägte
Entwicklungsverzögerung und radiologische Auffälligkeiten unterscheidet. Verursacht wird der MOPD2
durch Loss-of-function-Mutationen im PericentrinGen. Auch das Pericentrin ist ein centrosomales
Protein, das eine wesentliche Rolle in der
Organisation der mitotischen Spindeln und damit in
der Zellteilung hat.
Da die einzelnen Formen der primären autosomalrezessiven Mikrozephalien sich klinisch wenig unterscheiden, kann die molekulargenetische Stufendiagnostik auf eine ursächliche Mutation eine
Zuordnung ermöglichen. Als 1. Stufe empfiehlt sich
eine Analyse des ASPM-Gens (MCPH5), da Mutationen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Erkrankung
OMIM-P
ICD-10
MCPH2
604317
Q02
MCPH1
MCPH3
251200
604804
Q02
Gen
OMIM Gen
WDR62
613583
MCPH1
Q02
CDK5RAP2
607117
608201
MCPH4
604321
Q02
CASC5
609173
MCPH5
608716
Q02
ASPM
605481
MCPH6
Seckel-Syndrom (SKCL) 4
MCPH7
608393
613676
612703
Q02
Q87.-
CENPJ
STIL
181590
MCPH8
614673
Q02
CEP135
611423
MCPH9
Seckel-Syndrom (SKCL) 5
614852
613823
Q02
Q87.-
CEP152
613529
MOPD2
210720
Q87.-
MCPH10
615095
Q02
Q02
ZNF335
PCNT
in diesem Gen für ca. 50% der MCPH verantwortlich
sind. Bei der MCPH1 liegt eine charakteristische
Vermehrung von Prophasen-Zellen der Chromosomenpräparation vor. In diesem Fall erfolgt die Mutationssuche im MCPH1-Gen. Bei unauffälligem Befund
könnten in einem nächsten Schritt die übrigen 8 Gene
für die primären Mikrozephalien mittels Next
Generation Sequencing analysiert werden. (Nur auf
Anfrage, keine Regelleistung, Kostenübernahmeerklärung erforderlich).
Indikation
V.a. primäre autosomal-rezessive Mikrozephalie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: V.a. primäre autosomal-rezessive
Mikrozephalie
Auftrag: MCPH-Stufendiagnostik
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2 ml Li-Heparinblut, 1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird das ASPM-Gen
(MCPH5) mittels DNA-Sequenzanalyse untersucht
Stufe II: Chromosomenanalyse und Untersuchung auf
erhöhten Prometaphasenanteil (MCPH1), wenn auffällig: Stufe III
Stufe III: Sequenzanalyse des MCPH1-Gens
609279
610827
605925
Protein
Diag. Sensivität
WD repeat domaine 62
unbekannt
Cancer susceptibility candidate 5
unbekannt
Microcephalin
Cyclin dependent kinase
5 regulatory associated
protein 2
ca. 5%
ca. 5%
Abnormal spindle-like,
microcephaly associated
ca. 50%
SCL/TAL1 interrupting
locus
unbekannt
Centromeric protein J
Centrosomal protein
135 Kd
Centrosomal protein
152 Kd
NRC-interacting factor 1
Pericentrin
ca. 5%
unbekannt
unbekannt
unbekannt
Stufe IV: Untersuchung der übrigen MCPH-assoziierten Gene mittels Next Generation Sequencing
Bei V.a. MOPD2: ausschließliche Auswertung der NGSDaten des PCNT-Gens. (Nur auf Anfrage, keine Regelleistung, Kostenübernahmeerklärung erforderlich)
Dauer der Untersuchung
6-8 Wochen (komplette Stufendiagnostik)
Literatur
Passemard et al, Handb Clin Neurol III:129 (2013) / Hussain et
al, Am J Hum Genet 90:871 (2012) / Genin et al, Hum Mol
Genet 21, 24:5306 (2012) / Mahmood et al, Orphanet J Rare
Dis 6:39 (2011) / Kaindl et al, Prog Neurobiol 90:363 (2010) /
Kousar et al, J Child Neurol 25:715 (2010) / Willems et al, J
Med Genet 47:797 (2010) / Rauch et al, Science 319:816
(2008) / Woods et al, Am J Hum Genet 76:717 (2005) / Neitzel
et al, Am J Hum Genet 70:1015 (2002)
Mittelketten-Acyl-CoA-Dehydrogenase(MCAD-) Defizienz [E71.3]
OMIM-Nummer: 201450, 607008 (ACADM)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei MCAD-Defizienz handelt es sich um eine autosomal-rezessiv vererbte Störung der β-Oxidation der
Fettsäuren. Eine Studie von über 930.000 Neugeborenen in den USA hat eine Inzidenz von 1:15.000
ergeben. Frühere Schätzungen für die kaukasische
Bevölkerung liegen in derselben Größenordnung.
Wahrscheinlich handelt es sich um die häufigste
Störung des Fettsäurestoffwechsels überhaupt. Die
Erkrankung ist durch die Intoleranz gegenüber Fastenperioden gekennzeichnet. Homozygote Anlageträger
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
erkranken oft im Säuglingsalter nach Fastenperioden
infolge von Virusinfekten. Sie leiden typischerweise an
wiederholtem Erbrechen, einer hypoketotischen
Hypoglykämie und sind lethargisch bis komatös. In
seltenen Fällen kann die Erkrankung auch zum plötzlichen Kindstod führen. Die biochemische Diagnose
kann über die Bestimmung von Acetylcarnithin im
Blut erfolgen. MCAD-Defizienz wird heute in den
meisten Fällen im Rahmen des Neonatal-Screenings
durch Tandem-Massenspektrometrie erfasst.
MCAD-Defizienz wird verursacht durch Mutationen im
Medium-chain Acyl-CoA Dehydrogenase- Gen (ACADM).
Die häufigste Mutation, die zur Aminosäuresubstitution
Lys329Glu führt, ist in ca. 90% der Chromosomen von
Patienten mit MCAD-Defizienz nachweisbar. Bei den
meisten Patienten liegt die Mutation homozygot, bei
ca. 1/5 der Patienten in kombiniert heterozygoter
Form vor.
Indikation
V.a. und DD MCAD, Säuglinge und Kleinkinder mit
unklarem Erbrechen, Hypoglykämie oder lethargischkomatösem Zustand insbesondere nach Fastenperioden
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: MCADD (ICD-10 Code: [M71.3])
Auftrag: ACADM-K329E-Mutation
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird ein Abschnitt des
ACADM-Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 12 Exons
des ACADM-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2-3 Wochen
Literatur
Maier et al, Hum Mol Genet 18:1612 (2009) / Wilcken et al,
Lancet 369:37 (2007) / Rhead, J Inherit Metab Dis 29:370
(2006) / Derks et al, Pediatr 148:665 (2006) / Gregersen et al,
Eur J Biochem 271:470 (2004) / Opdal et al Pediatrics.
114:e506 (2004) / Gregersen et al Eur J Biochem. 271:470
(2004) / Andresen et al, Am J Hum Genet 68:1408 (2001) /
Matsubara et al, Biochem Biophys Res Comm 171:498 (1990)
/ Andresen et al, Hum Molec Genet 6:695 (1997)
202
Mittelmeerfieber, familiäre Form (FMF)
[E85.0]
OMIM-Nummer: 249100, 608107 (MEFV)
Dr. rer. nat. Barbara Grumbt, Dr. rer. nat. Christoph
Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei FMF handelt es sich um die häufigste familiäre
Form von periodisch wiederkehrenden Fieberschüben,
die vor allem bei den Völkern des südlichen Mittelmeers auftritt. Der häufige, klassische Typ des familiären Mittelmeerfiebers wird autosomal-rezessiv mit
reduzierter Penetranz vererbt. Besonders häufig ist
das Leiden bei Nordafrikanern, anatolischen Türken,
irakischen Juden und Armeniern. Die Inzidenz beträgt
z.B. bei Nordafrikanern 1 : 2.000, die Heterozygotenfrequenz erreicht regional bis zu 20%. Erstmanifestationen des Leidens zeigen sich in 70% der Fälle bereits
vor dem 10. Lebensjahr in Form von kurzzeitigen, 3-5
Tage andauernden Fieberschüben, Pleuritis und
Peritonitis, begleitet von Schmerzen in Gelenken,
Muskeln und Abdomen. Unbehandelt führt in 12-40%
der Fälle eine sekundäre Amyloidose zur Niereninsuffizienz mit Todesfolge. Die prophylaktische Gabe
von Colchizin scheint die Symptome und das
Amyloidoserisiko zu vermindern.
Bei der klassischen Form des Mittelmeerfiebers konnten Mutationen im Marenostrin/Pyrin (MEFV-) Gen
auf Chromosom 16 identifiziert werden, so dass eine
frühzeitige Diagnose und eine entsprechende
Behandlung möglich ist. Die meisten Fälle sind auf
wenige, häufige Mutationen (Gründereffekt) zurückzuführen, die in Stufe I der Diagnostik erfasst werden.
Trotz Mutationssuche in der gesamten codierenden
Region des MEFV-Gens ist in ca. 30% der Chromosomen von FMF-Patienten keine Mutation nachweisbar. Falls eindeutige klinische Symptome vorliegen,
unterstützt der Nachweis einer heterozygoten MEFVMutation jedoch die klinische Diagnose FMF.
Indikation
V.a. und DD FMF, rezidivierende Fieberschübe unklarer Genese, vor allem Bewohner aus dem südlichen
Mittelmeerraum, jüdische Bevölkerung Nordafrikas,
des Irak, Ashkenazi-Juden, Bevölkerung des nordafrikanischen Mittelmeerraumes und Armeniens.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: FMF (ICD-10 Code: [E85.0])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche MEFV-Gen (4 Exons)
und/oder
Stufe II: Mutationssuche MEFV-Gen (restliche Exons)
humangenetisches Gutachten
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I (Sensitivität ca. 80-90%) Aus genomischer DNA
werden 4 Exons des MEFV-Gens sequenziert.
Stufe II (Sensitivität 90-95%) Mutationsnachweis in
den restlichen 6 Exons durch direkte Sequenzanalyse.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 3 Wochen
Literatur
Booty et al, Arhtritis Rheum 60:1851 (2009) / Papadopoulos et
al, Annals Hum Genet 72:752 (2008) / Giaglis et al, Clin Genet
71:458 (2007) / El-Shanti, Lancet 367:1016 (2006) / Majeed et
al, Semin Arhtritis Rheum 34:813 (2005) / Lamprecht et al,
Internist 45:904 (2004) / Gershoni-Baruch et al, J Rheumatol
30:308 (2003) / Gershoni-Baruch et al, Eur J Hum Genet 9:634
(2001) / Tekin et al, Clin Genet 57:430 (2000) / Dode et al, Am
J Med Genet 92:241 (2000) / Sudeck et al, Dt Ärzteblatt 96, 21:
MODY-Diabetes (Maturity-Onset Diabetes of
the Young) [E11.9]
OMIM-Nummern: 600496 (MODY3), 142410 (HNF1A),
125851 (MODY2), 138079 (GCK), 125850 (MODY1),
600281 (HNF4A), 137920 (RCAD), 189907 (HNF1B),
606392 (MODY4), 600733 (PDX1)
Dipl.-Biol. Birgit Busse, Dipl.-Biol. Wolfgang Rupprecht
Wissenschaftlicher Hintergrund
"Maturity-onset Diabetes of the Young" (MODY)
bezeichnet eine autosomal-dominant vererbte
Gruppe klinisch heterogener nicht immer insulinabhängiger Formen des Diabetes, die durch verschiedene Störungen der Betazell-Funktionen im Pankreas
charakterisiert werden. MODY ist die häufigste Form
des monogenen Diabetes und ist für bis zu 5% diabetischer Erkrankungen in Europa verantwortlich. Die
Erkrankung wird zumeist vor dem 25. Lebensjahr diagnostiziert, oftmals wird sie jedoch zunächst als Typ 1
oder 2 Diabetes interpretiert. Bei Auftreten eines
Gestationsdiabetes sollte ebenfalls die Möglichkeit
eines MODY-Diabetes (in ca. 5%) in Betracht gezogen
werden.
Diagnostische Kriterien für die Indikationsstellung
MODY sind:
- Manifestationsalter frühe Adoleszenz
- betroffener Verwandter 1. Grades
- Antikörpernachweise GAD, IA-2 und/oder
Inselzellen negativ
- Moderate (Nüchtern-) Hyperglykämie
(30-250 mg/dl, or 7-14 mM) vor dem 30 Lj.
- permanent niedriger Insulinbedarf
(z.B. <0,5u/kg/d)
- Schwangerschaftsdiabetes
- Zystische Nierenerkrankungen bei Patient oder
nahen Verwandten
- positiver Glukosebelastungstest
- renale Glukosurie
- Typ 2 Diabetes oder metabolisches Syndrom
ausgeschlossen
MODY Typ 2 weist eine persistierende, milde Hyperglykämie auf, die in der Regel keiner medikamentösen
Therapie bedarf und durch eine entsprechende Diät
gut zu behandeln ist. Die Erkrankung wird durch
Mutationen im Glukokinase-Gen (GCK) verursacht.
MODY Typ 3 ist gekennzeichnet durch eine ausgeprägte Hyperglykämie. Die betroffenen Patienten
sprechen auf die Therapie mit Sulfonylharnstoffen
oder kleinsten Mengen an Insulin sehr gut an und fallen unter Therapie durch überdurchschnittlich häufige
Episoden von Hypoglykämie auf. Ursächlich sind
Mutationen im HNF1A-Gen, das für den Transkriptionsfaktor hepatocyte nuclear factor 1-a codiert.
Die weiteren MODY Formen Typ 1, 4 und 5 werden
durch Mutationen in den Genen verschiedener
Transkriptionsfaktoren (HNF4A, PDX1 und HNF1B)
verursacht. Die klinische Symptomatik des MODY Typ
1 ähnelt der des Typ 3. Die dabei auftretende ausgeprägte Hyperglykämie bedarf einer medikamentösen
Intervention. MODY Typ 4 ist aufgrund der nur leichten Hyperglykämie mit einem milden Krankheitsverlauf assoziiert. Beim MODY Typ 5 handelt es sich
um eine seltene Erkrankung. Das klinische Bild zeigt
neben der ausgeprägten Hyperglykämie eine zusätzlich bestehende polyzystische Nierenerkrankung oder
auch Fehlbildungen im Urogenitaltrakt, wodurch eine
deutliche Abgrenzung zu den übrigen Formen möglich
ist.
Eine eindeutige Beschreibung zur klinischen
Symptomatik bei den MODY Typen 6-13 (NEUROD1,
KLF11, CEL, PAX4, INS, BLK, ABCC8 und KCNJ11) ist
aufgrund der Seltenheit bisher nicht möglich. Da nicht
bei allen Patienten mit einem MODY-Diabetes
Mutationen in den entsprechenden Genen gefunden
werden, geht man davon aus, dass es noch weitere
bisher unbekannte mit MODY assoziierte Gene gibt.
Indikation
V.a. MODY-Diabetes
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: MODY-Diabetes (ICD-10 Code: [E11.9])
Auftrag: Mutationssuche und MLPA-Analyse HNF1A/GCK-/HNF4A-/HNF1B-/PDX1-Gen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
MODY Typ Gen
MODY 1
MODY 2
Funktion
HNF4A reguliert HNF1A-/PDX1Gentranskription und weitere
Gentranskripte
GCK
Symptome / weitere
Manifestationen
deutlich progressive Hyperglykämie/ niedrige Triglyceride und Apolipoproteine
Diät,
Sulfonylharnstoffe,
Insulin
deutliche progressive
Hyperglykämie/
renale Glukosurie
Diät
Sulfonylharnstoffe,
Insulin
katalysiert Reaktion Glukose - milde Hyperglykämie/
> Glukose-6-Phosphat
Gestationsdiabetes
MODY 3
HNF1A reguliert InsulinGentranskription
MODY 4
PDX1
MODY 5
HNF1B reguliert HNF4AGentranskription
reguliert InsulinGentranskription
Therapie
milde Hyperglykämie/ bei
Homozygotie
Pankreasaplasie
schwere progressive
Hyperglykämie/
polyzystische Nierenerkrankung (s. a. CAKUT)
Häufigkeit
3%
Diät,
Bewegung,
evtl. Insulin
14 %
Diät, Orale Antidiabetika,
Insulin
<1%
Diät,
Orale Antidiabetika,
Insulin
69 %
3%
Übersicht: Häufigste Formen des MODY-Diabetes
Schematische Darstellung der Insulin-Produktion in einer Beta-Zelle. Glukose wird über den Glukosetransporter GLUT2 in die
Zelle transportiert. Das Enzym Glukokinase, welches als Glukosesensor in der Zelle fungiert, wandelt die Glukose in Glukose-6Phosphat um. Über die Glykolyse und den Krebszyklus entsteht ATP, das an den ATP-sensitiven Kaliumkanal bindet und den
Ausstrom von Kalium verhindert. Es kommt zur Depolarisation der Zellmembran und Öffnung des spannungsabhängigen
Kalziumkanals. Der Einstrom von Ca2+ führt zur Verschmelzung der Insulinvesikel mit der Zellmembran und somit zur
Freisetzung des Insulins. Verschiedene Transkriptionsfaktoren (HNF-1α, HNF-4α, HNF-1β, PDX1 und NeuroD1) regulieren dabei
die Expression wichtiger Enzyme im Glukosemetabolismus (mod. n. Fajans).
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
204
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons und ggf. regulatorische Bereiche des entsprechenden Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse der Gene HNF4A, GCK, HNF1A und HNF1B auf
das Vorhandensein von Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Es besteht die Möglichkeit einer erweiterten
Diagnostik mittels Next Generation Sequencing (s.
Kap. Neue Technologien). Derzeit keine Regelleistung.
Dauer der Untersuchung
bei Stufendiagnostik pro Gen 2-3 Wochen
Literatur
Yorifuji et al, Pediatr Diabetes 13:26 (2012) / Thanabalasingham
et Owen, BMJ 343:d6044 (2011) / Ellard et al, Diabetologia
51:546 (2008) / Bellanne-Chantelot et al, Diabetes 57:503
(2008) / Skupien et al, Diabetes & Metabolism 34. 524 (2008)
/ Ellard et al, Hum Mut 27:854 (2006) / Fajans et al, N Engl J
Med 345:971 (2001)
Morbus Crohn (Inflammatory Bowel Disease,
IBD1) [K50.9]
OMIM-Nummer: 266600, 605956 (CARD15/NOD)
Dipl.-Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Morbus Crohn (IBD1) ist neben Colitis ulcerosa (CU)
die häufigste Form chronisch entzündlicher
Darmerkrankungen und tritt in Mitteleuropa mit einer
Inzidenz von ca. 1:3.000 auf. Während sich die
Entzündungen bei CU auf Rektum und Teile des
Colons beschränken, kann bei IBD1 der gesamte
Verdauungstrakt betroffen sein. Die differentialdiagnostische Abgrenzung ist oftmals schwierig. In Studien
wurde ein Zusammenhang von M. Crohn mit
Mutationen im CARD15/NOD2-Gen nachgewiesen.
Das Gen codiert für einen Rezeptor, der bakterielle
Abbauprodukte bindet und dadurch die Freisetzung
antibakteriell wirkender Peptide im Dünndarm reguliert. Mutationen im CARD15/NOD2-Gen beeinträchtigen diese Rezeptorfunktion, wodurch Pathogene
nicht mehr effektiv abgewehrt werden können und
Entzündungen enstehen.
Obwohl mehr als 50 Sequenzvarianten im
CARD15/NOD2-Gen im Zusammenhang mit IBD1
beschrieben sind, repräsentieren die Mutationen
R702W, G908R und Leu1007fsX1 ca. 82% der
CARD15/NOD2-assoziierten Fälle von M.Crohn.
Insgesamt sind etwa 25-45% aller IBD1-Patienten
Träger von mindestens einer dieser drei Mutationen.
Die molekulargenetische Diagnostik dient der differentialdiagnostischen Abklärung betroffener Patienten.
Allelfrequenzen Allelfrequenz %
Fälle
Kontrollen
Arg702Trp
8,1
3,6
Leu1007fsX1
8,6
2,2
Gly908Arg
4,1
1,7
Odds Ratio (OR)*
heterozygot
2,2
2,3
3,3
homozygot
3,2
2,4
9,6
*Odds Ratio (vgl. entsprechendes Kapitel) für
CARD15/NOD2-Mutationen im Kontext zu M. CrohnErkrankung.
Indikation
V.a. und DD Morbus Crohn
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: V. a. M. Crohn (ICD-10 Code: [K50.9])
Auftrag: Nachweis der Polymorphismen R702W/G908R/-3020insC
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden 3 Abschnitte des
CARD15-Gens mittels PCR amplifiziert und sequenziert
Dauer der Untersuchung
ca. 2 Wochen
Literatur
Noomen et al, Best Pract Res Clin Gastroenterol 23:233 (2009)
/ Yazdanyar et al, Clin Chem. 55:1950 (2009) / Ressing et al,
Dtsch Arztebl. 106:456 (2009) / Hugot, Ann N Y Acad Sci
1072:9 (2006)
Morbus Fabry [E78.6]
OMIM-Nummer: 301500, 300644 (GLA)
Dipl. - Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Morbus Fabry zählt zu den lysosomalen Speicherkrankheiten und ist eine angeborene, X-chromosomal
vererbte Störung des Glycosphingolipid-Katabolismus,
die durch eine herabgesetzte bzw. fehlende Aktivität
des lysosomalen Enzyms Alpha-Galaktosidase A (GLA)
bedingt ist. Ursächlich hierfür sind Mutationen im
GLA-Gen. Der Enzymdefekt führt zu einer fortschreitenden systemischen Akkummulation von Glycosphingolipiden in verschiedenen Geweben und
Organen. Zur Vermeidung schwerwiegender Komplikationen ist eine frühzeitige Diagnosestellung zur
Therapieeinleitung von großer Bedeutung. Zu den
Symptomen der Fabry-Erkrankung zählen Angiokeratome, Schmerzattacken, Funktionsstörungen verschiedener Organe, die im weiteren Krankheitsverlauf
zu Schlaganfall, Herzinfarkt und Dialysepflicht führen
können. Zeitpunkt der Erstmanifestation und Verlauf
der Erkrankung sind hochvariabel, häufig beginnen die
Beschwerden bereits im Kindesalter. Die Inzidenz des
klassischen M. Fabry bei Männern wird auf ca.
1:40.000 geschätzt. Im Gegensatz zu den meisten
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
anderen X-chromosomal vererbten Erkrankungen
sind heterozygote Frauen selten asymptomatisch und
können behandlungsbedürftige Symptome bis hin
zum Vollbild der Erkrankung entwickeln. Seit 2001
besteht in Europa die Möglichkeit einer Enzymsubstitutionstherapie.
Indikation
V.a. und DD M. Fabry, GLA-Defizienz
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: M. Fabry (ICD-10 Code: [E78.6])
Auftrag: Mutationssuche und MLPA-Analyse GLA-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle Exons sowie ein
Abschnitt von Intron 4 des GLA-Gens einschließlich
Spließstellen sequenziert. Der Nachweis von
Deletionen und Duplikationen erfolgt mittels MLPA.
Dauer der Untersuchung
2-3 Wochen
Literatur
Weidemann et al, Med Klinik 104:10 (2009)/ Schiffmann R.,
Pharmacology & Therapeutics 122:65 (2009)/ Auray-Blais et
al, J Inherit Metab Dis, Epub ahead of print (2009)/ Schäfer et
al, Hum Mutat. 25:412 (2005)/ Eng et al, Am J Hum Gen
53:1186 (1993)
Mowat-Wilson-Syndrom (MWS) [F89.0]
OMIM-Nummer: 235730, 605802 (ZEB2)
Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
1998 beschrieben Mowat und Wilson ein neues
Syndrom mit einer Entwicklungsstörung, Mikrozephalie und charakteristischem Aussehen in
Kombination mit einem Morbus Hirschsprung.
Typische äußere Merkmale des MWS, die z.T. mit
zunehmendem Alter deutlicher werden, sind die hohe
Stirn mit betonten Stirnhöckern, angehobene
Ohrläppchen mit einer zentralen Delle, diffuse, medial spärliche Augenbrauen, tiefliegende Augen, weiter
Augenabstand, breite Nasenwurzel, rundliche
Nasenspitze mit prominenter Columella, M-förmige
Oberlippe, betontes spitzes Kinn, Weichteilfülle am
Hals, schlanke lange Finger. Die meisten Betroffenen
entwickeln eine Mikrozephalie, bei der Hälfte liegt die
206
Endgröße unterhalb der 3. Perzentile. Ca. 80% haben
eine Epilepsie, die meist ab dem 2. Lebensjahr
beginnt. An Fehlbildungen werden v.a. eine
Hypoplasie oder Agenesie des Corpus callosum,
Herzfehler und Urogenitalfehlbildungen, v.a. eine
Hypospadie, gefunden. Etwa die Hälfte der Patienten
hat einen nachgewiesenen M. Hirschsprung, ein weiterer Teil eine chronische Obstipation.
Meist liegt eine schwere globale Entwicklungsstörung
vor. Die betroffenen Kinder lernen im Schnitt zwischen dem 4. und 6. Lebensjahr laufen; das Gangbild
bleibt oft breitbasig mit erhobenen angewinkelten
Armen. Der Spracherwerb ist stark beeinträchtigt bis
fehlend; viele Betroffene verfügen nur über wenige
Worte. Die Kinder werden oft als fröhlich mit häufigem Lachen beschrieben.
Differentialdiagnostisch ist u.a. an das AngelmanSyndrom und das Pitt-Hopkins-Syndrom zu denken (s.
dort).
Krankheitsverursachend ist die Haploinsuffizienz des
ZEB2-Gens in 2q22.3 durch Mutationen (Nonsense
bzw. Frameshift) (über 80%) oder Deletionen (gut
15%). Das Gen hat 10 Exons, davon 9 codierende
(Exon
2-10).
Das
ZEB2-Protein
ist
ein
Transkriptionsfaktor, der für die Entwicklung der
Neuralleiste und der aus ihr abgeleiteten Strukturen
wichtig ist, was z.B. auch das häufige Auftreten eines
M. Hirschsprung erklären kann.
Da Mutationen und Deletionen in ZEB2 in der Regel
neu entstehen, ist das Wiederholungsrisiko für
Geschwister gering anzusetzen, außer es wurde bei
einem Elternteil ein somatisches oder Keimzellmosaik
nachgewiesen.
Indikation
V.a. Mowat-Wilson-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Mowat-Wilson-Syndrom
(ICD-10-Code: [E89.0])
Auftrag: Mutationssuche ZEB2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons des ZEB2-Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des ZEB2-Gens auf das Vorhandensein von
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Material
1 ml EDTA-Blut
Literatur
Dauer der Untersuchung
1-2 Woche
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 3-4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Evans E et al, Am J Med Genet 158A:358 (2012) / Garavelli L
et al, Am J Med Genet 149A:417 (2009) / Adam et al,
GeneReviews™ (2007 Updated 2008) / Zweier C et al, Eur J
Med Genet 48:97 (2005) / Wilson M et al, Am J Med Gent
119A:257 (2003) / Mowat DR et al, J Med Genet 40:305 (2003)
/ Zweier C et al, Am J Med Genet 108:177 (2002)
Muenke-Syndrom [Q75.0]
OMIM-Nummer: 602849, 134934 (FGFR3)
Dr. med. Imma Rost, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das autosomal-dominant vererbte Muenke-Syndrom
wurde erst 1996 infolge der molekulargenetischen
Diagnostik als eigenständiges KraniosynostoseSyndrom definiert. Die Häufigkeit wird auf 1:30.000
geschätzt. Betroffen ist meist ein- oder beidseitig die
Koronarnaht mit dadurch bedingter Brachyzephalie,
Mittelgesichtshypoplasie, nach außen unten verlaufender Lidachsenstellung und Ptosis. Manche
Mutationsträger zeigen keinerlei Symptome einer
Kraniosynostose, sondern lediglich eine Makrozephalie.
Ein Teil der Patienten hat eine Hörminderung, etwa
gleich viele eine Entwicklungsverzögerung. Auffälligkeiten an den Händen sind eher diskret und nicht bei
allen Betroffenen vorhanden, wie z.B. Brachydaktylie
und Klinodaktylie, z.T. sind sie nur radiologisch zu
erfassen wie z.B. Zapfenepiphysen oder auffällig
geformte Mittelphalangen.
Das Muenke-Syndrom wird ausschließlich durch die
Mutation FGFR3-P250R im Gen für den Fibroblast
Growth Factor Receptor 3 hervorgerufen. Vor
Kenntnis dieser homogenen Ätiologie wurden
Betroffene entweder einem der anderen genannten
Syndrome oder den unspezifischen Kraniosynostosen
zugeordnet, was bereits auf eine sehr variable
Expressivität hinweist.
Indikation
V.a. und DD Muenke-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Muenke-Syndrom (ICD-10 Code: [Q75.0])
Auftrag: Mutationssuche FGFR3-P250R-Mutation
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Methode
Aus genomischer DNA wird der entsprechende
Abschnitt des FGFR3-Gens sequenziert.
Literatur
Cunningham et al, Orthod Craniofacial Res 10:67 (2007) /
Kress et al, Eur J Hum Genet 14:39 (2006) / Rannan-Eliya, Hum
Genet 115:200 (2004) Muenke et al, Am J Hum Genet 60:555
(1997)
Multiple endokrine Neoplasie Typ 2A und B
(MEN2) [D44.8]
OMIM-Nummer: 171400, 162300, 164761 (RET)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Ca. 20 bis 25% der medullären Schilddrüsenkarzinome
sind hereditär. MEN2 ist eine seltene, zumeist erbliche Tumorerkrankung mit autosomal-dominantem
Erbgang und einer Prävalenz von ca. 1:50.000. Sie
wird klinisch in drei Unterformen eingeteilt (MEN2A,
MEN2B und FMTC). Bei der häufigsten Form MEN2A
(Sipple-Syndrom), liegt das medulläre Schilddrüsenkarzinom in Kombination mit einem Phäochromozytom
und / oder Nebenschilddrüsenadenom vor. Die
Erstmanifestation klinischer Symptome liegt meistens
im 2. oder 3. Lebensjahrzehnt in Form von Hyperparathyreoidismus, Hyperthyreose, Cushing-Syndrom
und kutanem Lichen amyloidosus. Bei der FMTC (familial medullary thyroid carcinoma), die ca. 30-40% der
Fälle betrifft, liegt ausschließlich ein medulläres
Schilddrüsenkarzinom vor. Mit der Durchführung
einer präsymptomatischen Diagnostik sowie anschließender Thyreoidektomie und chirurgischer Entfernung
der Phäochromozytome kann die Prognose deutlich
verbessert werden.
Ursächlich für MEN2A und FMTC sind Mutationen im
RET-Protoonkogen, welches für einen TyrosinkinaseRezeptor codiert. Die häufigsten Mutationen betreffen die Exons 5, 8, 10, 11, 13, 14 und 15. Inzwischen ist
eine klare Assoziation zwischen spezifischen
Mutationen (Genotypen), dem Erkrankungsalter und
der Aggressivität der Entwicklung des Schilddrüsenkarzinoms bekannt.
Ebenso wie MEN2A wird auch die seltenere Form
MEN2B (endokrine familiäre Adenomatose, Typ IIB,
Wagenmann-Froböse-Syndrom) durch Mutationen
des RET-Protoonkogens verursacht. Der Erbgang ist
autosomal-dominant, ca. 50% der Fälle entstehen de
novo. Charakteristisch ist die Kombination von medul-
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Extrazellulär
Proteindomänen
Mutationen
Cadherinähnlich
Codon 321
Cysteinreich
(Exon 8)
Codon 531, 533
Codon 609, 611, 620 (Exon 10)
(Exon 11)
Codon 630, 634
(Exon 5)
Klinischer Phänotyp
MEN 2A, FMTC
‘andere MTC’
Intrazellulär
Zellmembran
Tyrosinkinase
Codon 768
Codon 790,804,848
Codon 883,891,904
(Exon 13)
(Exon 14)
(Exon 15)
FMTC
‘andere MTC’
Codon 918
(Exon 16)
MEN 2B
Schematische Darstellung des RET-Protoonkogens mit den von Mutationen betroffenen Positionen bei den verschiedenen
Formen der MEN2 (mod. n. Ponder in Scriver et al (eds):The Molecular & Metabolic Bases of Inherited Disease, 8th Ed,
Chapter 42, 2001)
lärem Schilddrüsenkarzinom, Phäochromozytom und
multiplen Neurinomen. Wichtige Symptome sind
Café-au-lait-Flecken, Lippenhypertrophie, marfanoider Habitus, Pectus excavatum und Megacolon. Das
Fehlen von nasalen und laryngealen MucosaNeurinomen sowie die Präsenz von Nebenschilddrüsenadenomen in Patienten mit MEN2A sind die
wichtigsten Kriterien zur Differentialdiagnose.
Bei der prädiktiven Diagnostik werden gesunde
Risikopersonen untersucht, in der Regel erstgradige
Verwandte von Betroffenen. Laut Gendiagnostikgesetz (GenDG) soll bei jeder diagnostischen genetischen Untersuchung eine genetische Beratung angeboten werden. Bei prädiktiver genetischer Diagnostik
muss laut GenDG vor der Untersuchung und nach
Vorliegen des Resultates genetisch beraten werden,
außer es liegt eine schriftliche Verzichtserklärung der
Risikoperson nach schriftlicher Aufklärung über die
Beratungsinhalte vor.
Indikation
V.a. und DD FMTC-only, MEN2, Indikationsstellung
Thyreoidektomie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: MEN2 (ICD-10 Code: [D44.8])
Auftrag:
Mutationssuche MEN2A RET-Gen
und/oder
MEN2B RET-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
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Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden die entsprechenden
Exons des RET-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3 Wochen
Literatur
Raue und Frank-Raue, Hormones 8:23 (2009) / PlazaMenacho et al, Trends Genetics 22:627 (2006) / Machens et
al, J Clin Endocrinol Metab 90:3999 (2005) / Brandi et al, J Clin
Endocrinol Metab 86:5658 (2001) / Machens et al, J Clin
Endocrinol Metab 86:1104 (2001) / Ponder in Scriver et al
(eds): The Molecular & Metabolic Bases of Inherited Disease,
8th Ed, Chapter 42 (2001) / Randolph and Maniar, Cancer
Control 7:253 (2000) / Santoro et al, Ann Pathol 19:811 (1999)
/ Ponder, Cancer Res 59:1736 (1999) / Ritter et Höppner,
Internist 40:486 (1999)
Muskelatrophie, spinale Typ I – III (IV)
(SMA1,2,3,4) [G12.9]
OMIM-Nummer: 253300, 253550, 253400, 271150,
600354 (SMN1)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh,
Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die autosomal-rezessiv vererbten Spinalen Muskelatrophien Typ I – III, IV gehören mit einer Inzidenz
von über 1:10.000 und einer Carrier-Häufigkeit von ca.
1:35-50 zu den häufigsten rezessiv vererbten
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Krankheiten. Die Muskelatrophie kommt sekundär
durch
den
Untergang
der
motorischen
Vorderhornzellen und der motorischen Zellen der
Hirnnervenkerne im Hirnstamm zustande. Klinisch
unterscheidet man 4 Formen:
Typ I (Werdnig-Hoffmann): Der Krankheitsbeginn liegt
vor dem 6. Lebensmonat, freies Sitzen wird nie
erlernt, der Tod tritt meist innerhalb der ersten
Lebensjahre ein. Eine ausgeprägte Muskelschwäche
steht hier im Vordergrund, die Muskeleigenreflexe
fehlen meist, im Elektromyogramm fällt ein typisches
neurogenes Muster auf, die Patienten können
Muskelfaszikulationen, v.a. im Bereich der Zunge aufweisen. Gute kognitive Fähigkeiten der Betroffenen
fallen auf.
Typ II (intermediärer Typ): Sitzen, aber kein freies
Gehen wird erlernt. Die Erkrankung beginnt innerhalb
der ersten 18 Lebensmonate. Hier schreitet die
Muskelschwäche langsamer fort als beim Typ I, sekundär können sich Gelenkkontrakturen und eine
Skoliose entwickeln. Ein Überleben bis ins
Erwachsenenalter ist möglich.
Typ III (Kugelberg-Welander): Freies Laufen wird
erlernt, Krankheitsbeginn meist nach dem 2.
Lebensjahr. Oft werden zunächst die Gangschwäche
und abgeschwächte Muskeleigenreflexe bemerkt. Die
Lebenserwartung ist nicht wesentlich herabgesetzt.
Typ IV: (adulte SMA): Muskelschwäche ab 2.-3.
Dekade mit erhaltener Gehfähigkeit und variabler
Progredienz. Die Lebenserwartung ist normal. Der
Erbgang ist in ca. 30% der Fälle autosomal-rezessiv.
Bei 70% wird ein autosomal-dominanter Erbgang
beobachtet, wobei hier der Genort auf Chromosom 5
nicht verantwortlich ist und bisher noch keine DNADiagnostik zu Verfügung steht.
Die SMA wird verursacht durch Veränderungen im
SMN1-Gen (Survival Motor Neuron-Gen). Zwei
extrem homologe Gene SMN1 und SMN2, die sich insgesamt nur in 5 Basenpaaren voneinander unterscheiden, liegen zusammen mit anderen Genen und
Pseudogenen in einer 500 kb großen, invers duplizierten Region auf Chromosom 5q13, wobei die SMN1Kopie telomerwärts, die SMN2-Kopie zentromerwärts
liegt. Zwei der fünf Basenunterschiede liegen im
Bereich der Exons 7 und 8 und werden in der
Diagnostik zur Unterscheidung der 2 Gene genutzt.
Mehr als 95% der Patienten tragen eine homozygote
Deletion des Exons 7 und/oder 8 des SMN1-Gens,
unabhängig vom klinischen Typ. Ein kleinerer Anteil
der Patienten trägt auf einem Allel die o.g. Deletion,
auf dem anderen eine Punktmutation (zusammengesetzt heterozygot). Der fehlende Nachweis des SMN1Gens kann auch auf einer Gen-Konversion von SMN1
zu SMN2 beruhen, womit die Anzahl der Kopien des
SMN2-Gens steigt. Da man so eine Gen-Konversion
und eine gesteigerte Anzahl von SMN2-Kopien eher
bei SMA II und III findet, wird angenommen, dass
SMN2 den SMN1-Verlust teilweise kompensieren
kann. Diese Erkenntnis wird verstärkt zur Entwicklung
von Therapiekonzepten zur Behandlung der SMA verwendet, z.B. werden Medikamente, wie Valproinsäure, Phenylbutyrat u.a. getestet, die in vitro die
SMN2-Funktionsfähigkeit erhöhen.
Indikation
V.a. und DD SMA, Abklärung des Überträgerstatus
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Vereinfachtes Schema zur Gen-Deletion und Gen-Konversion bei SMA (mod. nach Schmalbruch H. et al, Brain Pathology
11:231-247, 2001)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: SMA (ICD-10 Code: [G12.9])
Auftrag: Deletionsdiagnostik SMN1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2-3 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden Exon 7 und 8
des SMN1-Gens mittels PCR amplifiziert, nach dem
jeweiligen Restriktionsendonukleaseverdau erfolgt
die gelelektrophoretische Auswertung.
Stufe II: Zur Bestimmung der Anzahl der SMN1- bzw.
SMN2-Genkopien, erfolgt eine quantitative Analyse
auf das Vorhandensein von Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Kolb et al, Arch Neurol. (2011) / Chang et al, Fetal Pediatr
Pathol. 30:130-6 (2011) / Lunn et al, Lancet 371:2120 (2008) /
Chung et al, Pediatrics 114:e548 (2004) / Sumner et al, Ann
Neurol 54:647 (2003) / Scheffer et al, Eur J Hum Genet 9:484
(2001) Schmalbruch et al, Brain Pathology 11:231 (2001) /
Wirth et al, Am J Hum Genet 64:1340 (1999)
Muskelatrophie, spinobulbär (SBMA, Kennedy
Krankheit) [M62.59]
OMIM-Nummer: 313200, 313700 (AR)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die spinobulbäre Muskelatrophie ist eine X-chromosomal-rezessiv vererbte, neurodegerative Erkrankung.
Betroffene weisen klinisch eine proximale Muskelschwäche und -atrophie sowie Faszikulationen auf,
die hauptsächlich die perioralen Muskeln betreffen.
Weitere, häufig auftretende Merkmale sind
Intentionstremor, Muskelkrämpfe, Schluckbeschwerden, eine periphere Androgenresistenz mit
eingeschränkter Fruchtbarkeit und Gynäkomastie. Die
Symptomatik beginnt meist zwischen dem 30. und 40.
Lebensjahr und verläuft langsam progredient.
Aufgrund des X-chromosomalen Erbganges betrifft
die Erkrankung nur Männer. Heterozygote Frauen zeigen keine Symptome, können jedoch die Erkrankung
übertragen.
Ursache der Erkrankung ist eine Degeneration von spinalen und bulbären α-Moto-Neuronen, die durch eine
CAG-Triplett-Expansion im translatierten Bereich des
Androgenrezeptor-Gens (AR-Gen) hervorgerufen wird.
Während man bei Normalpersonen eine Folge von 12–
210
35 Tripletts findet, tragen Betroffene 38–53 CAGKopien. Dies hat den Einbau einer zu langen Abfolge
von Glutaminresten in das Androgenrezeptor-Protein
zur Folge. Das Protein verliert seine ursprüngliche
Struktur und damit seine eigentliche Funktion in den
spinal und bulbär lokalisierten Motoneuronen.
Indikation
V.a. und DD Kennedy-Erkrankung, Muskelschwäche
und Muskelatrophie, Analyse des Überträgerstatus
bei weiblichen Personen aus Risikofamilien
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: SBMA (ICD-10 Code: [M62.59])
Auftrag: Bestimmung Triplett-Repeat-Anzahl AR-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird die Anzahl der CAGTripletts im AR-Gen mittels PCR und Kapillarelektrophorese bestimmt.
Dauer der Untersuchung
2 Wochen
Literatur
Katsuno M, Adv Exp Med Biol 685:64-74 (2010) / Finsterer J,
Eur J Neurol 16:556 (2009) / Sperfeld et al, Neurology 64:753
(2005) / Drjager et al, J Clin Endocr Metab 87:3893 (2002) /
Sperfeld et al, Arch Neurol 59: 1921 (2002) / Kreß et al, Med
Genetik 5:269 (1993) / La Spada et al, Nature 352:77 (1991)
Muskeldystrophie Duchenne / Becker [G71.0]
OMIM-Nummer: 310200 (DMD), 300376 (BMD),
300377 (DMD)
Dr. rer. nat. Karin Mayer,
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei den Muskeldystrophien handelt es sich um eine
klinisch und genetisch heterogene Gruppe von
Muskelerkrankungen. Die Einteilung erfolgt nach dem
Vererbungsmodus in autosomal-dominante (Fazioskapulohumerale), autosomal-rezessive (Gliedergürtel)
und X-chromosomal-rezessive (Duchenne/Becker)
Muskeldystrophien.
Die Muskeldystrophie Duchenne (DMD) ist mit einer
Prävalenz von 1:3.500 (männliche Neugeborene) die
häufigste Muskelerkrankung im Kindesalter. Sie mani-
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
festiert sich im 3. - 5. Lebensjahr mit einer Schwäche
der Becken- und Oberschenkelmuskulatur. Typisch
sind zudem ein watschelnder Gang, eine Wadenhypertrophie sowie ein positives Gowers-Zeichen
(Hochklettern an sich selbst). Der Erkrankungsverlauf
ist progredient, so dass die meisten Betroffenen im
Alter von ca. 12 Jahren rollstuhlpflichtig werden.
Zusätzlich sind auch die Atem- und die Herzmuskulatur
betroffen. Die Lebenserwartung ist deutlich verkürzt
und liegt bei etwa 20-30 Jahren. Die milder verlaufende Muskeldystrophie Becker (BMD) tritt mit einer
Häufigkeit von 1:20.000 (männliche Neugeborene) auf
und betrifft ebenfalls die Becken- und Oberschenkelmuskulatur. Die Erkrankung verläuft aber nach der
Manifestation zwischen dem 6. und 12. Lebensjahr
wesentlich günstiger, so dass die Gehfähigkeit zumeist
bis zum 60. Lebensjahr erhalten bleiben kann. Klinisch
kommt es sowohl bei der DMD als auch bei der BMD
zu einem fortschreitenden Abbau der Muskelzellen,
der mit einer erhöhten Serum-Creatin-Kinase (CK) Aktivität auf das bis zu 100-fache des Normalwertes
einhergeht. Auch bei Überträgerinnen einer DMD
oder BMD kann der CK-Wert erhöht sein. Neben der
Serum-CK kann auch ein Elektromyogramm oder die
histologische Untersuchung einer Muskelbiopsie zur
Diagnosestellung herangezogen werden.
Mutationen im Dystrophin (DMD)-Gen sind die genetische Ursache der X-chromosomal vererbten
Muskeldystrophien Duchenne (DMD) und Becker
(BMD). Beim Dystrophin handelt es sich um ein
Protein des Zytoskeletts, das an der SarkolemmMembran der Skelettmuskelfasern lokalisiert ist. Bei
DMD-Patienten kommt es infolge von Mutationen zur
Synthese eines verkürzten, inaktiven Polypeptids, welches vorzeitig abgebaut wird. Ursache dafür sind
Deletionen oder Duplikationen, die zu einer
Verschiebung des Leserasters führen (out-of-frame)
sowie translationale Stopmutationen infolge von
Nonsense-Mutationen, kleinen Deletionen, Insertionen
und Spleißmutationen. Bei BMD-Patienten ist die
Dystrophin-Bioynthese entweder stark reduziert oder
es wird ein verkürztes oder strukturell verändertes
Protein mit Restaktivität produziert. In frameDeletionen und -Duplikationen, die nicht zu einer
Verschiebung des Leserasters führen, sowie
Punktmutationen außerhalb der funktionellen N- und
C-terminalen Domäne führen zum milderen BMDPhänotyp. Etwa 30% der Betroffenen erkranken aufgrund einer Neumutation. In ca. 70% handelt es sich
um familiäre Fälle, in denen die Mutter Überträgerin
der Erkrankung ist. 65% aller Mutationen bei DMD
und 85% aller Mutationen bei BMD sind Deletionen
einzelner oder mehrerer Exons. 6-10% aller
Mutationen bei BMD und DMD sind Duplikationen.
Für beide Mutationstypen gibt es proximale und distale Hotspot-Regionen. 25-30% aller DMD-Patienten
und 5-10% aller BMD-Patienten weisen Punktmutationen, Spleißmutationen oder kleinere
Insertionen bzw. Deletionen innerhalb des DMD-Gens
auf, die über das gesamte Gen verteilt sein können.
Indikation
V.a. und DD Muskeldystrophie Typ Duchenne/Becker,
Heterozygotendiagnostik weiblicher Angehöriger von
Patienten (Bestimmung des Überträgerinnenstatus)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: DMD bzw. BMD (ICD-10 Code: [G71.0])
Auftrag:
Stufe I: MLPA DMD-Gen
Stufe II: Mutationssuche DMD-Gen,
humangenetisches Gutachten
Schematische Darstellung der Dystrophin-mRNA und des Dystrophin-Proteins. Rot: Lokalisation der identifizierten
Deletionen, grau: Duplikationen. Hotspots für Deletionen sind Exon 45-52, für Duplikationen der N-Terminus (modifiziert nach
Worton et al.).
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2-5 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des DMD-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 79 Exons
des DMD-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Auf Anfrage besteht die Möglichkeit einer Diagnostik
mittels Next Generation Sequencing.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 8-10 Wochen
Literatur
Tuffery-Giraud et al, Hum Mutat 30:934 (2009 / Ashton et al,
Eur J Hum Genet 16 :53 (2008) / Aartsma-Rus et al, Muscle
Nerve 34:135 (2006) / Lalic et al, Eur J Hum Genet 13:1231
(2005) / Flanigan et al, Am J Hum Genet 72:931 (2003) / van
Essen et al, Med Genet 34: 805 (1997) / Gillard et al, Am J
Hum Genet 45 : 507 (1989) / Koenig et al, Am J Hum Genet 45
: 498 (1989) / www.dmd.nl
Myotone Dystrophie Typ 1 (CurschmannSteinert-Syndrom) [G71.1]
OMIM-Nummer: 160900, 605377 (DMPK)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh,
Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Myotonen Dystrophien, multisystemische Erkrankungen mit autosomal-dominantem Erbgang, stellen
die häufigsten Muskeldystrophien des Erwachsenenalters dar. Für die Myotone Dystrophie Typ 1 (DM1)
wird die Inzidenz auf 1:8.000 geschätzt. Erste
Symptome, z.B. Myotonie, werden meist im frühen
Erwachsenenalter bemerkt, d.h. die verzögerte
Relaxation eines angespannten Muskels. Zusätzlich
treten Muskelschwäche und Ermüdbarkeit auf, sowie
Schluckstörungen, ein längliches, mimikarmes Gesicht,
Katarakt, Diabetes mellitus, Herzrhythmusstörungen,
bei Männern frühzeitige Entwicklung einer Stirnglatze
und Hodenatrophie. Das klinische Erscheinungsbild
der DM1 wird in vier zum Teil überlappende
Phänotypen kategorisiert: asymptomatischer, milder,
klassischer und neonataler Phänotyp. Bei der konnatalen Form imponiert v.a. die ausgeprägte Muskelhypotonie, oft mit Klumpfußstellung, meist verbunden mit Ateminsuffizienz und Trinkschwäche. Die
psychomotorische Entwicklung ist oft verzögert. Diese
Form tritt überwiegend bei der Weitergabe der
212
Erkrankung über die Mutter und nur bei der DM1 auf.
Die DM1 wird durch eine CTG-Repeat-Expansion im
3’-untranslatierten Bereich des DMPK-Gens auf
Chromosom 19 verursacht, das für eine ProteinKinase codiert. Die differentialdiagnostisch wichtige
DM2 (Proximale myotone Myopathie=PROMMOMIM-Nr: 602688) wird durch die Expansion eines
CCTG-Repreats in Intron 1 des ZNF9-Gens auf
Chromosom 3 verursacht. Das Phänomen der
Antizipation - d.h. Abnahme des Erkrankungsalters
und/oder Zunahme des Ausprägungsgrades der
Symptome von einer Generation zur nächsten - ist bei
der DM1 besonders ausgeprägt. Normalpersonen
haben im DMPK-Gen 5-36 CTG-Repeats, DM-Kranke
bis zu ca. 1.000, Kinder mit der kongenitalen Form
über 1.000 Repeats.
Indikation
V.a. und DD Myotone Dystrophie, unklare schwere
Muskelhypotonie im Neugeborenenalter
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: DM1 (ICD-10 Code: [G71.1])
Auftrag: Bestimmung Triplett-Repeat-Anzahl DMPKGen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2 ml EDTA-Blut (PCR),
10 ml EDTA-Blut (Southern Blot-Analyse)
Methode
Stufe I: PCR und Fragmentlängenanalyse zum
Nachweis normaler Allele, TP (Triplett-repeat
Primed)-PCR zum Nachweis verlängerter Allele (ohne
Größenbestimmung)
Stufe II: Southern Blot-Analyse zum Nachweis verlängerter Allele (mit Größenbestimmung).
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 4 Wochen
Literatur
Turner et al., J Neurol Neurosurg Psychiatry. 81(4):358-67
(2010)/ Schara et al, Semin Pediatr Neurol 13:71 (2006) /
Ranum et al, Am J Hum Genet 74 :793 (2004) / Larkin et al,
Brain Research Bulletin 56:389 (2001)
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Nephronophthise (NPHP) [Q61.8]
OMIM-Nummer: 256100, 607100 (NPHP1), 602088,
243305 (INVS/NPHP2), 604387, 608802 (NPHP3),
606966, 607215 (NPHP4), 611498, 608539
(GLIS2/NPHP7), 613824, 609709 (NEK8/NPHP9),
613550, 609884 (TMEM67/NPHP11/MKS3), 613820,
612014 (TTC21B/NPHP12), 614377, 608151
(WDR19/NPHP13), 608629, 608894 (AHI1), 611560,
610937 (PGRIP1L/NPHP8), 612284, 612013 (CC2D2A),
609254, 609237 (IQCB1/NPHP5), 610189, 610142
(CEP290/NPHP6), 613615, 613524 (SDCCAG8/
NPHP10)
Dr. med. Julia Höfele
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei NPHP handelt es sich um eine autosomal-rezessiv
vererbte zystische Nierenerkrankung, die für 6–10%
des terminalen Nierenversagens bei Kindern verantwortlich gemacht wird und damit ursächlich für ca.
10% der Nierentransplantationen im Kindesalter ist.
Zusätzlich werden bei 10-15% der Patienten extrarenale Manifestationen, wie z.B. Retinitis pigmentosa
(Senior-Løken-Syndrom), okulomotorische Apraxie
Typ Cogan (Cogan-Syndrom) sowie Sehnervkolobome
und Kleinhirnwurmaplasie (Joubert-Syndrom) beobachtet. Die Häufigkeit für NPHP wird mit ca. 1:100.000
angegeben.
Bei der NPHP sind immer beide Nieren in den
Krankheitsprozess involviert. Makroskopisch fällt bei
normal großen oder nur geringfügig verkleinerten
Nieren oberflächlich eine feine Granulierung auf. Im
Bereich der Rinden-Mark-Grenze bilden sich 5 bis
mehr als 50 Zysten aus, die einen Durchmesser zwischen 5 und 15mm einnehmen können. Lichtmikroskopisch werden im frühen Stadium der NPHP die
charakteristischen Veränderungen einer stark verdickten tubulären Basalmembran sowie einer lymphohistiozytären, peritubulären Infiltration festgestellt, die
später in eine diffus sklerosierende, tubulointerstitielle Nephropathie münden. Elektronenmikroskopisch können Verdickungen, Aufsplitterungen und
Fältelungen mit Fibroblasteneinlagerung festgestellt
werden.
NPHP zählt zu den sogenannten Ziliopathien. Zilien
sind spezielle Zellfortsätze, die unterschiedliche
Aufgaben erfüllen. Sie dienen u.a. als Mechano-,
Chemo- und Osmosensoren. Desweiteren spielen sie
eine entscheidende Rolle bei zahlreichen Signalwegen
und sind für eine adäquate Organentwicklung, die
Aufrechterhaltung der Gewebehomöostase und bei
grundsätzlichen Entwicklungsprozessen wichtig.
Die NPHP weist eine große Genlocus-Heterogenität
auf. Bisher konnten Mutationen in 15 Genen in
Assoziation mit NPHP identifiziert werden. Die
Genprodukte werden als Nephrozystine bezeichnet:
NPHP1 bis NPHP13, AHI1, CC2D2A. Bei ca. 85% der
Patienten mit NPHP kann eine homozygote Deletion
des NPHP1-Gens nachgewiesen werden.
Indikation
V.a. Nephronophthise
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Nephronophthise [Q61.8]
Auftrag:
Stufe I: Deletionsanalyse des NPHP1-Gens
Stufe II: Mutationsanalyse der Gene NPHP1, NPHP2
(INVS), NPHP3, NPHP4, IQCB1 (NPHP5), CEP290
(NPHP6), GLIS2 (NPHP7), RPGRIP1L (NPHP8), NEK8
(NPHP9), SDCCAG8 (NPHP10), TMEM67 (NPHP11),
TTC21B (NPHP12), WDR19 (NPHP13), AHI1 und
CC2D2A
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Normaler Postweg (Transport nicht zeitkritisch)
Material
2-3 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des NPHP1-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen mittels MLPA durchgeführt.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die codierenden Exons der Gene NPHP1, NPHP2 (INVS), NPHP3,
NPHP4, IQCB1 (NPHP5), CEP290 (NPHP6), GLIS2
(NPHP7), RPGRIP1L (NPHP8), NEK8 (NPHP9), SDCCAG8
(NPHP10), TMEM67 (NPHP11), TTC21B (NPHP12),
WDR19 (NPHP13), AHI1 und CC2D2A einschließlich
Spleißstellen nach Anreicherung durch Sondenhybridisierung mittels Next Generation Sequencing
(NGS) untersucht.
Die Untersuchung mit NGS ist keine Regelleistung der
Krankenkassen; vor der Untersuchung muss daher
eine Kostenübernahme bei der Krankenversicherung
beantragt werden.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 1-2 Wochen
Stufe II: weitere 4-8 Wochen
Literatur
Chaki et al, Kidney Int 80:1239 (2011) / Hoefele et al, Der
Nephrologe 2:372 (2007) / Hildebrandt & Omran, Pediatr
Nephrol 16:168 (2001) / Hildebrandt et al, Kidney 51:261
(1997)
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
213
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Nephrotisches Syndrom (NS) [N04.9]
OMIM-Nummer: 256300, 602716 (NPHS1), 600995,
604766 (NPHS2), 610725, 608414 (PLCE1), 256370,
607102 (WT1), 614199, 609049, 150325 (LAMB2),
614650, 614647 (COQ6), 603278, 604638 (ACTN4),
603965, 603652 (TRPC6), 607832, 604241 (CD2AP),
613237, 610982 (INF2)
Dr. med. Julia Höfele
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das nephrotische Syndrom (NS) ist charakterisiert
durch eine Dysfunktion des glomerulären Filters und
den exzessiven Verlust von Plasmaproteinen
(Proteinurie) sowie Hypalbuminämie. In Folge entwickeln sich Ödeme und eine sek. Hyperlipidämie.
58% der Patienten mit einem steroid-resistenten NS
zeigen einen raschen Verlust der Nierenfunktion bis
hin zum Nierenversagen. Entsprechend den verschiedenen Ursachen, die der Erkrankung zugrunde liegen,
lässt sich die idiopathische (primäre) von der symptomatischen oder sekundären (im Rahmen anderer
immunologischer oder metabolischer Erkrankungen,
chronischer Infektionen, Intoxikationen) sowie der
kongenitalen Form abgrenzen.
In den vergangenen Jahren wurden im Zusammenhang mit dem NS Mutationen in folgenden Genen
identifiziert, die in den Podozyten exprimiert werden:
NPHS1, NPHS2, WT1, ACTN4, CD2AP, COQ6, TRPC6,
LAMB2, PLCE1 und INF2. Retrospektive Studien an
Patienten mit genetisch und nicht-genetisch bedingtem steroid-resistenten nephrotischen Syndrom bzgl.
dem Ansprechen auf eine intensivierte Immunsuppression mit Cyclosporin A belegen, dass
Betroffene mit genetisch bedingter Erkrankung nicht
durch eine intensivierte Immunsuppression in (Voll-)
Remission zu bringen sind.
Indikation
Steroid-resistentes nephrotisches Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Erkrankung
Nephrotisches Syndrom
OMIM-P
603278
607832
613237
609049
256300
600995
610725
603965
NGS - Indikationsgruppe Nephrotisches Syndrom
214
256370
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Nephrotisches Syndrom [N04.9]
Auftrag: Mutationsanalyse der Gene NPHS1, NPHS2,
WT1, ACTN4, CD2AP, COQ6, TRPC6, LAMB2, PLCE1
und INF2
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2-3 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden die Gene gemäß dem
Mutationsalgorithmus (www.podonet.org) sequenziert.
Es besteht die Möglichkeit einer erweiterten Diagnostik
mittels Next Generation Sequencing (siehe Kapitel
Neue Technologien und Tabelle unten).
Dauer der Untersuchung
3-6 Wochen (abhängig vom Umfang der Analyse)
Literatur
Büscher et al, J Am Soc Nephrol 5:2075 (2010)
Neurofibromatose Typ 1 (NF1) [Q85.0]
OMIM-Nummer: 162200, 613113 (NF1)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
NF1 (M. Recklinghausen) gehört mit einer Inzidenz
von 1:3.000 - 4.000 zu den häufigsten erblichen neurologischen Erkrankungen, die mit gutartigen und
bösartigen Tumoren des Nervensystems assoziiert ist.
Charakteristisch sind kutane und subkutane Neurofibrome, die typischerweise in der Adoleszenz auftreten, Café-au-lait-Flecken (Pigmentanomalien) der
Haut, die sich meist in der ersten Lebensdekade manifestieren, sommersprossenartige Flecken in der
Achselhöhle oder in der Leiste und Lisch-Knötchen
der Iris. Seltener treten schwerwiegende klinische
Manifestationen wie plexifome Neurofibrome,
ICD-10
Gen
OMIM-Gen
CD2AP
604241
N04.9
ACTN4
N04.9
COQ6
N04.9
N04.9
INF2
N04.9
LAMB2
N04.9
NPHS2
N04.9
N04.9
N04.9
N04.9
NPHS1
PLCE1
TRPC6
WT1
604638
614647
610982
150325
602716
604766
608414
603652
607102
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Optikusgliome, Neurofibrosarkome und Knochenveränderungen auf. Die diagnostischen Kriterien für
NF1 wurden 1988 von den National Institutes of
Health (NIH) erarbeitet. NF1 zeigt eine vollständige
Penetranz bei hoher phänotypischer Variabilität. Die
Vererbung ist autosomal-dominant, bei 50% der
Patienten besteht eine positive Familienenamnese,
während 50% der Erkrankungen durch Neumutationen
entstehen.
Ursache für NF1 sind Mutationen im NF1-Gen. Das
Genprodukt Neurofibromin wirkt als Tumorsuppressor
über seine GTPase-Aktivität durch die Inaktivierung
von GTP-gebundenem RAS. Das NF1-Gen besteht aus
57 codierenden und 3 alternativ gespleissten Exons,
es wurden 9 Pseudogene beschrieben. Bisher wurden
über 1.200 verschiedene Mutationen im NF1-Gen
identifiziert. Die Mutationen sind über nahezu alle
Exons bzw. angrenzende Intronsequenzen verteilt
und umfassen alle Mutationstypen, wobei translationale Stopmutationen mit 80% am häufigsten vorkommen. Die Mutationsrate im NF1-Gen zählt mit
1:10.000 Basenpaaren zur höchsten aller Gene des
Menschen. Bei 5% der Patienten liegt eine
Mikrodeletion Typ I (1,4 Mb) oder Typ II (1,2 Mb) im
Chromosom 17q11.2 zwischen zwei duplizierten, das
NF1-Gen flankierenden Bereichen vor, die das NF1Gen beinhaltet. Diese Deletionen können mittels
Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (FISH) nachgewiesen werden. Die betroffenen Patienten zeigen oft
einen schweren Phänotyp mit der frühen Entwicklung
von kutanen Neurofibromen, fazialen Dysmorphien,
und mentaler Retardierung. Intragene Deletionen,
die ein oder mehrere Exons betreffen, und die etwa
2% aller Mutationen im NF1-Gen ausmachen, können
mittels MLPA (Multiplex Ligation Probe Amplification)
nachgewiesen werden.
Mit einer Kombination von Sequenzanalyse und
Deletions-/Duplikationsdiagnostik können bei bis zu
95% der Patienten, bei denen die diagnostischen
Kriterien des NIH Consensus Development
Conference Statement erfüllt sind, Mutationen im
NF1-Gen nachgewiesen werden. Differentialdiagnos-
tisch zu NF1 ist das Legius-Syndrom zu nennen (siehe
entspr. Kapitel).
Bei der prädiktiven genetischen Diagnostik werden
gesunde Risikopersonen untersucht, in der Regel erstgradige Verwandte von Betroffenen. Hier sollte jede
genetische Diagnostik mit dem Angebot einer genetischen Beratung verbunden sein. Bei einer prädiktiven
Diagnostik muss vor der Untersuchung und nach
Vorliegen des Resultats eine genetische Beratung
erfolgen (§10, Abs. 2 GenDG). Eine Ausnahme davon
ist nur möglich, wenn eine schriftliche Verzichtserklärung der Risikoperson nach schriftlicher
Aufklärung über die Beratungsinhalte vorliegt.
Indikation
V.a. und DD NF1, positive Familienanamnese
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Neurofibromatose Typ 1 (NF1)
(ICD-10 Code: [Q85.0])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche NF1-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik NF1-Gen (MLPA)
und/oder
Stufe III: Deletionsdiagnostik NF1-Gen (FISH)
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
Stufe I und III: 1 ml EDTA-Blut (Sequenzierung und
MLPA)
Stufe II: 2 ml Heparin-Blut (FISH-Analyse)
Methode
Stufe I Aus genomischer DNA werden alle 57 Exons
des NF1-Gens sowie 3 alternativ gespleißte Exons einschließlich Spleißstellen sequenziert.
NF1-Gen
Mikrodeletionen im NF1-Gen entstehen durch Rekombinationen zwischen Low Copy Repeats (LCRs) auf Chromosom 17q11.2.
Die häufigeren Typ I-Mikrodeletionen sind 1,4 Mb groß und entstehen während der Meiose durch Rekombinationen zwischen
den LCR-Kopien NF1REPa und NF1REPb, wobei die Bruchpunkte in den Regionen PRS1 und PRS2 liegen. Die selteneren Typ IIMikrodeletionen sind 1,2 Mb groß und entstehen während der Mitose durch Rekombinationen innerhalb der LCRs SUZ12.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des NF1-Gens auf das Vorhandensein von Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Stufe III: Aus Heparin-Blut werden nach Kultivierung
Chromosomen präpariert, mit fluoreszenzmarkierten,
NF1-spezifischen DNA-Sonden aus der Region
17q11.2 hybridisiert und mikroskopisch ausgewertet.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Stufe III: weitere 2 Wochen
Literatur
Jett and Friedmann, Genet Med 12:1 (2010) / Pasmant et al, Hum
Mutat 31:E1506 (2010) / Boyd et al, J Am Acad Dermatol 61: 1
(2009) / Sabbagh et al, Hum Mol Genet 18:2768 (2009) / Pros et
al, Hum Mutat 29:E173 (2008) / Radtke et al, J Genet Couns
16:387 (2007) / Griffiths et al, Fam Cancer 6:21 (2007) / Wimmer
et al, Genes Chromosomes Cancer 45:265 (2006) / Kluwe et al,
Hum Mutat 23:111 (2004) / Fahsold et al, Am J Hum Genet 66:790
(2000) / Messiaen et al., Hum Mut 15:541 (2000) / Upadhyaya et
al, Hum Mol Genet 1:735 (1992) / NIH Consensus Development
Conference Statement: neurofibromatosis. Bethesda, Md., USA,
July 13-15, 1987, Neurofibromatosis 1:172 (1988)
Neurofibromatose-Noonan Syndrom (NF/NS)
[Q81.9]
OMIM-Nummer: 601321, 613113 (NF1), 176876
(PTPN11)
Dr. rer. biol hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Neurofibromatose Typ 1 ist eine der häufigsten
autosomal-dominant vererbten Erkrankungen, verursacht durch Mutationen im NF1-Gen. Das entsprechende Protein, die RAS-spezifische GTPase Neurofibromin ist am Ras/Mitogen-aktivierten ProteinkinaseSignalweg beteiligt, weshalb diese Erkrankung den
sog. RASopathien zugeordnet wird. Obwohl monogen
vererbt, ist das klinische Erscheinungsbild sehr variabel, sogar innerhalb einer Familie. Aufgrund wiederholter Beobachtung von klinischen Symptomen des
Noonan-Syndroms bei Neurofibromatose-Typ 1-Patienten wurde zunächst diskutiert, ob es sich hierbei um
ein eigenständiges Krankheitsbild das sog. „Neurofibromatose-Noonan-Syndrom“ handelt, oder ob der NF
1-Noonan-Phänotyp eine allelische Variante eines der
beiden Krankheitsbilder darstellt. Dies konnte bisher
nicht eindeutig geklärt werden. Nach den bisher vorliegenden Daten geht man eher davon aus, dass NF/
NS als phänotypische Variante der NF1 einzuordnen ist.
Einige Symptome wie Kleinwuchs, psychomotorische
Entwicklungsstörung und Skelettdeformitäten treten
bei beiden Erkrankungen vergleichbar häufig auf.
Ansonsten finden sich bei den NF/NS Patienten auch
Café-au-lait-Flecken, Neurofibrome, Optikusgliome
und klinische Symptome des Noonan-Syndroms wie
faziale Dysmorphien und Herzfehler.
216
Bei der NF/NS-Patientengruppe werden hauptsächlich
Mutationen im NF1-Gen gefunden, wobei diese mehrheitlich die sog. „GAP-related domain“, vereinzelt
auch anderen Regionen des Neurofibromins betreffen. Die bei NF/NS nachgewiesenen NF1-Mutationen
können in einigen Fällen auch zum typischen NF1Phänotyp führen. Andere NF1-Mutationen erzeugen
einen NF/NS-Phänotyp ohne Neurofibrome. Zudem
sind in der Literatur auch NF/NS-Patienten mit
Mutationen in zwei Genen, NF1 und PTPN11 beschrieben. Auch wird über Neurofibromatose-Typ 1-Familien
berichtet, bei denen in späteren Generationen erstmals das kombinierte „NF/NS-Syndrom“ mit dem
vollständig ausgeprägten Noonan-Phänotyp auftrat.
Bei keinem der NF1-Patienten war jedoch das komplette Noonan-Syndrom-Spektrum mit Herzfehlern zu
beobachten.
Indikation
V.a. Neurofibromatose-Noonan Syndrom (NF/NS)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Neurofibromatose-Noonan Syndrom
(NF/NS) (ICD-10 Code: [Q81.9])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche NF1-Gen
und/oder
Stufe II: Mutationssuche PTPN11-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 57 Exons
des NF1-Gens sowie 3 alternativ gespleißte Exons einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 15 Exons
des PTPN11-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 4 Wochen
Stufe II: weitere 3 Wochen
Literatur
Ben-Shachar et al, Eur J Hum Genet. 21:535 (2012) /
Gámez&Truchuelo, Dermatology Online Journal 17:4 (2011) /
Tartaglia et al, Best Pract Res Clin Endocrin Metab. 25:161
(2011) / Nyström et al, Clin Genet. 76:524 (2009) / Carey, Am
J Med Genet. 75:263 (1998)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Noonan-Syndrom (NS) [Q87.1]
OMIM-Nummer: 163950, 176876 (PTPN11), 609942,
190070 (KRAS), 610733, 182530 (SOS1), 611553,
164760 (RAF1), 613224, 164790 (NRAS), 613706,
164757 (BRAF), 615355, 609591 (RIT1), 176872
(MAP2K1/MEK1), 165360 (CBL), 615355
Dr. rer. nat. Karin Mayer,
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Beim Noonan-Syndrom handelt es sich um eine autosomal-dominant vererbte Erkrankung, deren Häufigkeit mit 1:1.000-2.500 Lebendgeburten angegeben
wird. Das variable Symptomspektrum umfasst faziale
Dysmorphien (breite Stirn, Hypertelorismus, Ohrentiefstand, Lidachsenverlauf nach außen unten), proportionierten Kleinwuchs, Pterygium colli, Brustdeformationen, Kryptorchidismus, mentale Retardierung, eine leichte Blutungsneigung sowie Herzfehler,
meist in Form einer Pulmonalstenose oder einer
hypertrophen Kardiomyopathie. Das PTPN11-Gen,
das für eine zytoplasmatische Protein-TyrosinPhoshatase (SHP-2) codiert, ist das hauptsächlich bei
Noonan-Syndrom betroffene Gen. Mutationen im
PTPN11-Gen, die fast ausschließlich zu Aminosäureaustauschen führen, sind die molekulare Ursache in
etwa 50% aller bisher untersuchten NoonanPatienten.
Bisher wurden Mutationen in sieben weiteren Genen
der RAS-ERK-MAP-Kinase-Signaltransduktion bei
Noonan-Syndrom identifiziert. In bis zu 15% der
Noonan-Patienten, die keine Mutation im PTPN11Gen aufwiesen, wurden Mutationen im SOS1 (Son of
Sevenless)-Gen nachgewiesen. Der klinische Phänotyp
von Patienten mit SOS1-Mutationen weist die typischen Charakteristika des Noonan-Syndroms auf,
wobei das Längenwachstum und die mentale
Entwicklung normal verlaufen und die Herzfehler
weniger stark ausgeprägt sind.
Bei ca. 8% der Noonan-Patienten konnten Mutationen
im RAF1-Gen identifiziert werden, wobei fast alle
Patienten mit RAF1-Mutationen eine Hypertrophe
Kardiomyopathie aufweisen.
Daneben wurden in etwa 3% der Noonan-Patienten
Mutationen im KRAS-Gen identifiziert, wobei diese
überwiegend zu schwerwiegenden Phänotypen führen.
Seltener werden bei Noonan-Syndrom Mutationen in
den Genen MEK1 und BRAF identifiziert, wobei diese
Gene häufiger bei Patienten mit Cardio-FacioCutanem (CFC) Syndrom verändert sind. MEK1Mutationen wurden bisher bei weniger als 4% der
untersuchten Patienten mit Noonan-Syndrom
beschrieben. Die Häufigkeit von Mutationen im BRAFGen bei Noonan-Syndrom wird auf 2% geschätzt. Hier
weisen die beschriebenen Patienten neonatale
Wachstumsverzögerung, leichte kognitive Defizite
und Muskelhypotonie auf. Noch seltener sind mit 1%
Mutationen im NRAS-Gen und im CBL-Gen.
Mutationen dieser o.g. Gene und der Gene MEK2,
SHOC2, HRAS und NF1 finden sich u.a. auch bei
Patienten mit dem Noonan-Syndrom ähnlichen
Veränderte Ras-Signaltransduktion bei phänotypisch ähnlichen Erkrankungen wie Noonan-Syndrom, LEOPARD-Syndrom und
Neurofibromatose Typ 1, bei denen die Regulation der Zellproliferation, Differenzierung, Migration und Apoptose gestört sind.
Keimbahnmutationen in den Genen PTPN11, SOS1, K-RAS, und NF1, die für die Tyrosin-Phosphatase SHP-2, den GuaninNukleotid- Exchange-Faktor SOS1, das ras-Protein K-Ras und Neurofibromin codieren, führen zur Aktivierung der Ras-Raf-MEKERK-Signalkaskade.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Erkrankungen, wie z.B. Cardio-Facio-Cutanes (CFC)-,
LEOPARD-, Noonan-Syndrom mit juveniler myelomonozytärer Leukämie (JMML), NeurofibromatoseNoonan-Syndrom u.a. .
Bei etwa 25% aller Patienten mit Noonan-Syndrom
kann in den genannten acht Genen keine Mutation
nachgewiesen werden.
Indikation
V.a. und DD Noonan- und Noonan-like-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Noonan-Syndrom (ICD-10 Code: [Q87.1])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche PTPN11-Gen
und/oder
Stufe II: Mutationssuche SOS1-Gen
und/oder
Stufe III: Mutationssuche RAF1-Gen
und/oder
Stufe IV: Mutationssuche KRAS-Gen
und/oder
Stufe V: Mutationssuche BRAF-, MEK1-, NRAS- und
CBL-Gen
humangenetisches Gutachten
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 15 Exons
des PTPN11-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 23 codierenden Exons des SOS1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA werden alle 16 codierenden Exons des RAF1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe IV: Aus genomischer DNA werden alle 4 codierenden Exons des KRAS-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe V: Aus genomischer DNA werden alle 11 Exons
des MEK1-Gens, alle 18 Exons des BRAF-Gens, alle 5
codierenden Exons des NRAS-Gens und alle 16 codierenden Exons des CBL-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Es besteht die Möglichkeit einer erweiterten
Diagnostik mittels Next Generation Sequencing (s.
Kap. Neue Technologien). Derzeit keine Regelleistung.
218
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 3 Wochen
Stufe II: weitere 4 Wochen
Stufe III: weitere 4 Wochen
Stufe IV: weitere 2 Wochen
Stufe V: weitere 4 Wochen
Literatur
Tartaglia et al, Best Pract Res Clin Endocrinol Metab 25:161
(2011) / Tartaglia et al, Mol Syndromol 1:2 (2010) / Cirstea et
al, Nat Genet 42:27 (2010) / Sarkozy et al, Hum Mutat 30:695
(2009) / Nava et al, J Med Genet 44:763 (2007) / Razzaque et
al, Nat Genet 39:1013 (2007) / Roberts et al, Nat Genet 39
(2007) / Carta et al, Am J Hum Genet 79: 129 (2006) /
Schubbert et al, Nature Genet 38: 331 (2006) / Noonan, Am J
Dis Child 116:373 (1968)
Noonan-Syndrom-ähnliche Erkrankung mit
losem Anagenhaar [Q87.0]
OMIM-Nummer: 607721, 602775 (SHOC2)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Noonan-Syndrom-ähnliche Erkrankung mit losem
Anagenhaar (Noonan-like syndrome with loose anagen hair) geht mit einem an das Noonan-Syndrom (s.
dort) erinnernden (NS) Phänotyp einher: faziale
Dysmorphien, kognitive Defizite, kongenitale Herzfehler u.a. begleitet von charakteristischen ektodermalen Anomalien. Bei dieser Patientengruppe
beruht der Minderwuchs auf einem Wachstumshormonmangel. Als Hauptmerkmal fallen leicht ausziehbare, spärliche, dünne und langsam wachsende
Haare in der Anagenphase ohne innere und äußere
Wurzelscheide auf, vergleichbar mit dem LosenAnagenhaar-Syndrom. Die meisten Betroffenen
haben eine dunkel pigmentierte Haut mit Ekzemen
oder einer Ichthyose. Weitere ektodermale Anomalien
sind spärliche Augenbrauen und dystrophe oder
dünne Nägel.
Bei allen bisher untersuchten Patienten mit NoonanSyndrom-ähnlicher Erkrankung mit losem Anagenhaar
konnte ein einzelner Basenaustausch (c.4A>G) im
SHOC2-Gen (soc-2 suppressor of clear homolog (C.
elegans)) nachgewiesen werden, der im entsprechenden Protein (leucine-rich repeat protein SHOC-2) zu
einem Aminosäureaustausch von Serin durch Glycin
an Position 2 führt (p.Ser2Gly). Es handelt sich um
eine sog. „gain-of-function”-Mutation.
Das SHOC2-Genprodukt codiert für ein Gerüstprotein,
welches den RAS-MAPK-Signaltransduktionsweg positiv moduliert. Normalerweise ist das SHOC2-Protein
im Zellkern und Cytoplasma angesiedelt, die aberrante
Variante wird fälschlicherweise zur Plasmamembran
geleitet.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Indikation
V.a. Noonan-Syndrom-ähnliche Erkrankung mit losem
Anagenhaar
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Noonan-Syndrom-ähnliche Erkrankung mit
losem Anagenhaar (ICD-10 Code: [Q87.0])
Auftrag: Mutationssuche SHOC2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird Exon 2 des SHOC2-Gens
einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3-4 Wochen
Literatur
Aoki et Matsubara, Int J Hematol. 97:30 (2013) / Hoban et al,
Am J Med Genet. 158A:1411 (2012) / Komatsuzaki et al. J
Hum Genet 55:801 (2010) / Cordeddu et al, Nat Genet.
41:1022 (2009)
Noonan-Syndrom-ähnliche Erkrankung mit
oder ohne juvenile myelomonozytäre
Leukämie (CBL-Mutation-assoziiertes
Syndrom) [Q87.0]
OMIM-Nummer: 613563, 165360 (CBL)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das CBL-Gen (Cas-Br-M (murine) ecotropic retroviral
transforming sequence) ist ein Protoonkogen, dessen
Protein, E3 Ubiquitin-Protein-Ligase CBL, als negativer
Regulator mehrerer Signaltransduktionswege u.a. im
RAS-MAP-Kinase Signaltransduktionsweg, fungiert.
Bei vielen Krebserkrankungen, u.a. bei der akuten
myeloischen Leukämie, findet man somatische
Mutationen und Translokationen dieses Gens. Es ist
auf Chromosom 11q23 lokalisiert.
Die juvenile myelomonozytäre Leukämie (JMML) ist
eine seltene Leukämieform des Säuglings- und frühen
Kindesalters, charakterisiert durch maligne
Transformation im hämatopoätischen StammzellKompartiment, sie macht 30% der Fälle eines myelodysplastischen Syndroms und 2% aller Leukämien aus.
10 bis 15% der von Neurofibromatose Typ 1 betroffenen Kinder mit entsprechenden Mutationen im
Neurofibromin-Gen entwickeln eine JMML. Auch
Patienten mit Noonan-Syndrom (NS) oder dem
Noonan-Syndrom-ähnlichen Erkrankungen aufgrund
von Keimbahn-Mutationen in den Genen PTPN11,
KRAS und NRAS haben eine Prädisposition für JMML.
Bei einer isolierten Form von JMML können u.a. somatische PTPN11- und auch homozygote CBLMutationen nachgewiesen werden.
Bei einigen wenigen Patienten mit Symptomen des
Formenkreises Noonan-Syndrom (s. dort), bei denen
Mutationen in für NS-typischen Genen ausgeschlossen wurden, können Keimbahnmutationen im CBLGen nachgewiesen werden. Diese entstehen meist de
novo. Bei diesen Patienten kann gleichzeitig eine
JMML vorliegen. Es konnte gezeigt werden, dass dies
auf einer anschließend stattgefundenen somatischen
LOH (loss of heterozygosity) auf Chromosom 11q23,
dem Genort des CBL-Gens beruht.
Indikation
V.a. Noonan-Syndrom-ähnliche Erkrankung mit oder
ohne juvenile myelomonozytäre Leukämie (CBLMutation-assoziiertes Syndrom)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Noonan-Syndrom-ähnliche Erkrankung mit
oder ohne juvenile myelomonozytäre Leukämie
(ICD-10 Code: [Q87.0])
Auftrag: Mutationssuche CBL-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 16 Exons des CBLGens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3-4 Wochen
Literatur
Martinelli et al, Am J Hum Genet. 87:250 (2010) / Perez et al,
J Med Genet. 47:686 (2010) / Niemeyer et al, Nature Genet.
42:794 (2010) / De Filippi et al, Brit J Haematol. 147:706
(2009) / Schubbert et al, Nature Genet. 38:331 (2006) /
Jongmans et al, Am J Med Genet. 134A:165 (2005)
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Osteogenesis imperfecta (OI) [Q78.0]
OMIM-Nummer: 166200 (Typ I), 166210 (Typ II),
259420 (Typ III), 166220 (Typ IV), 610682 (Typ VII),
610915 (Typ VIII), 259440 (Typ IX), 120150 (COL1A1),
120160 (COL1A2), 605497 (CRTAP), 610339 (LEPRE1),
123841 (PPIB)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
OI oder Glasknochenkrankheit (Häufigkeit etwa
1:10.000) ist eine klinisch und genetisch heterogene
Gruppe von Erkrankungen mit erhöhter Knochenbrüchigkeit, die, abgesehen von sehr seltenen Sonderformen, autosomal-dominant vererbt werden.
Ursächliche Mutationen können in ca. 90% der Fälle in
den Genen COL1A1 und COL1A2 nachgewiesen werden. Häufig führen diese zur Substitution von Glycin in
der Tripel-Helix-Domäne des Typ I-Kollagens. Die
Schwere der klinischen Symptomatik hängt vom
betroffenen Gen sowie von Art und Lokalisation der
Mutation ab (Genotyp-Phänotyp-Korrelation). Die seltenen in der Regel autosomal-rezessiv vererbten
Sonderformen der OI sind meist durch spezifische klinische Merkmale charakterisiert. Die Analyse dieser
Gene wird derzeit in internationalen Leitlinien nur
nach gründlicher klinischer Evaluierung empfohlen.
OI wird in folgende Erkrankungstypen klassifiziert:
1. Autosomal-dominant vererbte Formen (häufig)
Typ I (häufigste Form, ca. 65% d. Fälle) ist gekennzeichnet durch eine milde Verlaufsform mit mäßiger
Knochenbrüchigkeit (10-20 Knochenbrüche bis zur
Pubertät), Blauverfärbung der Skleren und postpubertärem Hörverlust bei 50% der Betroffenen. Auch
Tinnitus, Aorteninsuffizienz und dünne Haut (in ca.
20% der Fälle) sind charakteristisch. Man unterscheidet Typ IA mit und Typ IB ohne Dentinogenesis imperfecta.
Typ II (ca. 20% d. Fälle) ist die schwerste Verlaufsform
und verläuft meist intrauterin oder in den ersten
Wochen postnatal letal. Sporadische Fälle werden oft
durch Keimbahnmosaike verursacht, das Wiederholungsrisiko bei Folgeschwangerschaften beträgt ca.
10%.
Typ III (ca. 5% d. Fälle) ist phänotypisch besonders
variabel. Typisch sind extreme Kleinwüchsigkeit,
Skelettdeformitäten, ca. 100 Knochenbrüche bis zur
Pubertät und Hörverlust. Weiche Knochen, Skoliose
und Dentinogenesis imperfecta sind ebenfalls charakteristisch.
Typ IV (ca. 10% der Fälle) ist eine milde Verlaufsform
mit Kleinwüchsigkeit und mäßigen Skelettdeformitäten ohne Sklerenverfärbung, mit mäßiger
Knochenbrüchigkeit. Man unterscheidet Subtyp A und
B mit und ohne Dentinogenesis imperfecta.
220
Die Erkrankung wird durch Mutationen in den Typ IKollagen-Genen COL1A1 (2/3 d. Fälle) und COL1A2
(1/3 d. Fälle) verursacht, die zu einer verminderten
Synthese von Prokollagen α1, α2 oder zu einer
Strukturveränderung von Kollagen führen. Die phänotypische Heterogenität wird vermutlich durch den
Einfluss modifizierender Gene und durch strukturelle
Unterschiede verursacht. Insgesamt sind etwa 1.000
Mutationen beschrieben, davon betreffen ca. 60% die
Aminosäure Glycin.
Typ V ist mit wenigen Einzelfällen mit hypertropher
Kallusbildung, maschenartiger Histologie der Knochen,
dichten Epiphysen, Skelettdeformitäten und variabler
Knochenbrüchigkeit unbekannter Ursache beschrieben.
2. Autosomal-rezessiv vererbte Formen (selten)
Typ VI ist an wenigen Einzelfällen mit mäßig schwerer
Form der OI mit Skelettdeformitäten und variabler
Knochenbrüchigkeit beschrieben. In der Histologie
zeigen sich Fischgräten-artige Lamellen. Kürzlich
konnten in wenigen Familien türkischer Abstammung
Mutationen im FKBP10-Gen nachgewiesen werden,
das für das Chaperon FKBP65 codiert. FKBP65 ist an
der Faltung von Typ I-Kollagen beteiligt.
Typ VII (2-3% der letalen OI-Fälle) ist charakterisiert
durch multiple Knochenbrüche, extrem geringe
Mineralisierung und “Popkorn-Epiphysen”. Die Ursache
liegt in Mutationen im CRTAP-Gen. CRTAP codiert
einen Bestandteil des Kollagen 3-Hydroxylierungskomplexes (post-translationale Prolyl-3-Hydroxylierung
von Kollagen Typ I und II). Dieser modifiziert Pro986
der α1(I)-Kette, wodurch deren Faltung erleichtert
und die Kette stabilisiert wird. Eine fehlende Pro986Hydroxylierung führt zur verzögerten Faltung der
Kollagen-Helix und deren Überschussmodifikation
(28%-43% Zunahme der Hydroxylierung von
Lysinresten). Da Typ II-Kollagen im Knorpel ebenfalls
durch Prolyl-3-Hydroxylierung modifiziert wird, sind
auch die Epiphysen betroffen.
Typ VIII (selten, gehäuft bei irischen Auswanderern
und bei Westafrikanern, bei denen 1% der
Bevölkerung Anlageträger sind und Typ VIII genauso
häufig ist wie OI Typ II) ist gekennzeichnet durch
weiße Skleren, einen kurzen fassförmigen Thorax,
lange Hände und extrem untermineralisierte Knochen.
Ursächlich sind Mutationen im Prolyl-3-HydroxylaseGen LEPRE1, das Pro986 der α1(I)-Kette modifiziert
(post-translationale Prolyl-3-Hydroxylierung von
Kollagen Typ I und II). Mutationen zeigen einen vergleichbaren strukturellen Effekt und führen zu einer
vergleichbaren klinischen Symptomatik wie OI Typ VII.
Typ IX (selten) ist eine mäßig schwere Form der OI
ohne Rhizomelie. Sie wird verursacht durch Mutationen
im PPIB-Gen. PPIB codiert eine Peptidyl-Prolyl-cis-transIsomerase, die die Prolyl-Isomerisierung katalysiert
und für die Faltung des Typ I-Kollagens essenziell ist.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Genotyp
Matrix
keine Mutation
Phänotyp
Normal
COLA1A1-Nullallel-Mutation
Typ I
vorzeitiges Stop-Codon (Deletionen)
COLA1A1-"Missense"-Mutation
Glycinaustausch aminoterminal
Typ I, (III, IV)
COLA1A1-Spleißmutation
aminoterminal bis Exon 26
COLA1A1-"Missense"-Mutation
Glycinaustausch sonstige
Typ II, III, (IV)
COLA1A1-Spleißmutation
carboxyterminal > Exon 26
COLA1A2-"Missense"-Mutation
Glycinaustausch
Typ II, III, (I, IV)
COLA1A2-Spleißmutation
Typ IV, I (II)
Molekulare Basis der OI: ------o = Prokollagen-Monomer; zwei proα1(I)-Momomere und ein proα2(I)-Monomer ergeben eine
Prokollagen-Tripel-Helix. Die Anzahl der dargestellten Prokollagen-Tripel-Helices repräsentiert das Expressionsniveau.
Indikation
V.a. und DD OI, Pränataldiagnostik bei auffälligem
Ultraschall, Abortdiagnostik
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: OI (ICD-10 Code: [M78.0])
Auftrag:
Mutationssuche COL1A1 und COL1A2-Gen
ggfs.
Mutationssuche CRTAP/LEPRE1/PPIB-Gen bei V.a. OI
rezessiv
ggfs.
MLPA-Analyse COL1A1 und COL1A2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut, Fruchtwasser oder natives fetales
Gewebe bei Abortus letalis
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 51 Exons
des COL1A1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 52 Exons
des COL1A2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse der Gene COL1A1 und COL1A2 auf Deletionen
oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Ergänzend kann bei entsprechender klinischer
Symptomatik eine Sequenzierung der 27 Exons der
Gene CRTAP, LEPRE1 und PPIB erfolgen.
Dauer der Untersuchung
4-6 Wochen
Pränataldiagnostik: (Mutationssuche) 4 Wochen
Literatur
Caparros-Martin et al, Am J Med Genet 161:1354 (2013) / van
Dijk et al, EJHG 20:11 (2012) / Forlino et al, Nat Rev Endocrinol
7:540 (2011) / Alanay et al, Am J Hum Genet 86:551 (2010) /
Barnes et al, NEJM 362:521 (2010) / Willaert et al, J Med
Genet 46:233 (2009) / Baldridge et al, Hum Mutat 29:1435
(2008) / Marini et al, Hum Mutat 28:209 (2007) / Cabral et al,
nature genetics 39:359 (2007) / Barnes et al. 2006, N Engl J
Med 355:2757 / Hartikka et al, Hum Mutat 24:147 (2004) /
Rauch et al, The Lancet 363:1377 (2004) / Roughly et al, Eur
Cells and Materials 5:41 (2003)
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
221
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Osteoporose, postmenopausale Form [M81.0]
OMIM-Nummer: 166710, 120150 (COL1A1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl.-Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei der Osteoporose kommt es durch Demineralisierung des Knochens zu einer Verminderung der
Knochendichte. In der EU erleidet etwa jeder 8.
Bürger über 50 Jahre eine Wirbelkörperfraktur, bei
jeder 3. Frau über 80 Jahre treten Oberschenkelhalsbrüche infolge von Osteoporose auf. Familien- und
Zwillingsstudien haben gezeigt, dass die individuelle
Knochendichte bis zu 80% genetisch determiniert ist,
wobei wahrscheinlich mehrere genetische Faktoren
eine Rolle spielen. Zusätzlich haben aber auch nichtgenetische Faktoren wie z.B. Lebens- und Ernährungsgewohnheiten oder hormonelle Veränderungen
einen entscheidenden Einfluss auf die Knochendichte.
Typ I-Kollagen ist der Hauptproteinbestandteil der
Knochen und wird durch die COL1-Genfamilie codiert.
Eine Variante im regulatorischen Bereich des COL1A1Gens scheint einen Einfluss auf die Knochendichte
und das Frakturrisiko bei postmenopausalen Frauen
zu haben. Dieser COL1A1-S/s-Polymorphismus (Häufigkeit des s-Allels ca. 20%) führt durch eine gesteigerte
Genexpression zu einer vermehrten Synthese der α1Kette und somit zu einem gestörten Verhältnis der α1und α2-Kollagenketten. Infolge dessen kommt es zu
einer reduzierten Knochendichte und zu einem erhöhten Risiko für osteoporotische Frakturen. Jedes sAllel reduziert dabei die Knochendichte und führt zu
einer signifikanten Erhöhung des Frakturrisikos
(Gendosis-Effekt). Die s-Allelfrequenz bei Osteoporosepatienten mit Wirbelknochenbrüchen ist nahezu doppelt so hoch wie in Kontrollgruppen.
Indikation
V.a. familiäre Osteoporosebelastung, auffällige
Knochendichtemessung
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Osteoporose (ICD-10-Code: [M81.0])
Auftrag: COL1A1-S/s Polymorphismus
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird ein Abschnitt des COL1A1Gens amplifiziert. Der Nachweis des Polymorphismus
erfolgt durch Restriktionsanalyse.
Dauer der Untersuchung
5 Tage
Literatur
Ralston et al, Ann NY Acad Sci 1192:181 (2010) / Ji et al, J Int
Med Res 37:1725 (2009) / Ralston et Crombrugghe, Genes
Dev 20:2492 (2006) / Uitterlinden et al, Musculoskelet
Neuronal Interact 6:16 (2006) / Qureshi et al, Calcif Tissue Int
70:158 (2002) / MacDonald et al, J Bone Miner Res 16:1634
(2001) / Giguere et Rousseau, Clin Genet 57:161 (2000) /
McGuigan et al, Osteoporos Int 11:338 (2000) / Harris et al,
Calcif Tissue Int 66:268 (2000) / Keen et al, Arthr & Rheumat
42:285 (1999) / Gennari et al, J Clin Endocrin Metab 83:939
(1998) / Uitterlinden et al, N Engl J Med 338:1016 (1998) /
Sainz et al, New Eng J Med 337:77 (1997) / Grant et al, Nature
Genet 14:203 (1996) / Nigel et al, Nature 367:284 (1994)
Knochendichte in Abhängigkeit von COL1A1-Genotyp (mod. n. Uitterlinden)
222
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Otospondylomegaepiphysäre Dysplasie
(OSMED) [Q78.9]
OMIM-Nummer: 215150, 120290 (COL11A2)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
OSMED ist eine autosomal-rezessive Erkrankung des
Bindegewebes, die mit schwerem nicht-progressivem
sensineuralem Hörverlust, erweiterten Epiphysen,
dysproportional kurzen Extremitäten und Missbildungen der Wirbelsäule einhergeht. Der klinische
Phänotyp des Skelletts überlappt mit den autosomaldominant vererbten Erkrankungen Stickler- und
Marshall-Syndrom. Diffenzialdiagnostisch findet man
bei der OSMED jedoch neben den kurzen, dysproportionierten Extremitäten keine Augensymptomatik.
Charakteristisch sind weiterhin faciale Dysmorphien
wie z.B. Mittelgesichts-Hypoplasie mit einer kurzen
nach oben gerichteten Nase und eine eingesunkene
Nasenwurzel.
Dauer der Untersuchung
4 Wochen
Literatur
Temtami et al, Am J Med Genet 140:1189 (2006) /
Melkoniemi et al, Am J Hum Genet 66:368 (2000)
Bisher sind weniger als 30 unabhängige Fälle von
OSMED beschrieben, von denen die meisten Mutationen im COL11A2-Gen aufweisen. Es gibt jedoch
auch Einzelfälle mit COL2A1-Mutation. Das Produkt
des COL11A2-Gens ist Bestandteil des Kollagen Typ XI,
das ein Hetero-Trimer aus α1(XI), α2(XI) und α3(XI) ist.
α3(XI) wird durch das COL2A1-Gen codiert und unterscheidet sich von α1(II) nur durch seine stärkere posttranslationale Modifikation. Zudem scheint es eine
Interaktion von Kollagen Typ XI und II zu geben, die
einen Einfluss auf die Regulation des Durchmessers
der Kollagen-Fibrillen hat. Hierdurch erklärt sich auch
das überlappende Spektrum phänotypischer Merkmale
von OSMED und Kollagen Typ II-Erkrankungen.
Indikation
V.a. und DD OSMED
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: OSMED (ICD-10 Code: [M78.9])
Auftrag: Mutationssuche COL11A2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 66 Exons des
COL11A2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Pankreatitis, chronisch [K86.9]
OMIM-Nummer: 167800, 276000 (PRSS1), 167790
(SPINK1), 602421 (CFTR), 601405 (CTRC)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Pankreatitis wird generell in akute und chronische
Formen eingeteilt. Chronische Pankreatitis beschreibt ein komplexes, hochvariables und kontinuierliches Entzündungssyndrom, definiert durch anfänglich
repetitive Episoden akuter Pankreatitis, die sich im
weiteren Verlauf zu einer chronischen Pankreasentzündung entwickeln können. Eine progressive Fibrose
des Pankreasparenchyms, Parenchymverkalkungen
und Pankreasgangkonkremente führen letztendlich
zur irreversiblen Zerstörung des Organs aufgrund des
Versagens exokriner und endokriner Funktionen. Das
Risiko für die Entstehung eines ductalen Adenocarcinoms der Bauchspeicheldrüse ist stark erhöht.
Klinische Anzeichen sind u.a. wiederholte Attacken
abdominaler Schmerzen mit erhöhten Serumwerten
der Pankreasenzyme, typische Pankreasschmerzen,
Steatorrhoe und Diabetes mellitus. Die Inzidenz der
chronischen Pankreatitis wird in industrialisierten
Ländern auf 3,5 bis 10:100.000 geschätzt, wobei die
Hauptursache chronischem Alkoholabusus zugeschrieben wird. Als weitere Risikofaktoren sind u.a.
genetische Veränderungen, Hypertriglyzeridämie,
Autoimmunität und Hyperkalzämie zu nennen. Bei
dem Versuch, die Erkrankung in verschiedene klinische
Entitäten einzuordnen, werden in der Literatur u.a.
Begriffe wie hereditäre, idiopathische, familiäre und
sporadische Pankreatitis verwendet. Eine einheitliche,
allgemeingültige Definition gibt es bisher nicht, insbesondere wird der Terminus ‚hereditäre Pankreatitis‘ in
unterschiedlichen Zusammenhängen verwendet.
Nach heutigem Kenntnisstand sind Veränderungen in
den Genen PRSS1 (kationisches Trypsinogen), SPINK1
(Serinproteaseinhibitor Kazal Typ I), CFTR (cystic fibrosis transmembrane conductance regulator) und CTRC
(Chymotrypsin C) unterschiedlich stark an der
Entstehung und Penetranz einer chronischen
Pankreatitis ursächlich oder prädisponierend beteiligt.
Diverse Erbgänge, auch ein sog. digenischer
Vererbungsmodus (Transheterozygotie) werden
beobachtet, d.h. Mutationen in zwei der o.g. Gene liegen gemeinsam vor. Bei ca. 49% der der Patienten mit
chronischer Pankreatitis können Mutationen in den
o.g. Genen nachgewiesen werden. Die Stufendiagnostik erfolgt nach Häufigkeit beschriebener
Mutationen.
Indikation
Chronische Pankreatitis vor dem 30. Lebensjahr,
Pankreaskarzinom vor dem 45. Lebensjahr, familiär
gehäuft auftretende Pankreatitiden. Unklare, rezidivierende und akute Abdominalbeschwerden in
224
Kombination mit erhöhter Amylase- und LipaseKonzentration im Serum (DD: fam. Chylomikronämie)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Pankreatitis (ICD-10 Code: [K86.9])
Auftrag:
Stufe I: häufigste Mutationen PRSS1- und SPINK1-Gen
und/oder
Stufe II: Nachweis häufigste CFTR-Mutation F508del
und/oder
Stufe III: Mutationssuche SPINK1- und PRSS1-Gen
und/oder
Stufe IV: Mutationssuche CTRC-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden die entsprechenden Abschnitte des PRSS1- und SPINK1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR)
wird ein Abschnitt des CFTR-Gens amplifiziert. Der
Nachweis der CFTR-F508del-Mutation erfolgt durch
Restriktionsanalyse.
Stufe III: Aus genomischer DNA werden alle 4 Exons
des SPINK1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe IV: Aus genomischer DNA werden alle 8 Exons
des CTRC-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Es besteht die Möglichkeit einer erweiterten
Diagnostik aller Exons der Gene PRSS1, SPINK1, CFTR
und CTRC mittels Next Generation Sequencing (s. Kap.
Neue Technologien). Derzeit keine Regelleistung.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 1 Woche
Stufe III: weitere 2 Wochen
Stufe IV: weitere 2 Wochen
Literatur
Witt, Dig Dis 28:702-708 (2010) / Chen et al, Annu. Rev.
Genomics Hum. Genet. 10:3.1 (2009) / Keim, World J
Gastroenterol. 14:1011 (2008) / Teich et al, Hum Mutat
27:721 (2006) / Audrezet et al, Europ J Hum Genet 10:100
(2002) / / Le Marechal et al, BMC Genetics 2:19 (2001) / Witt
et al, Nat Genet 25:213 (2000) / Keim et al, Dt Ärzteblatt 95;
40:2473 (1998) / Gorry et al, Gastroenterology 113:1063
(1997)
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Peutz-Jeghers-Syndrom (PJS) [Q85.8]
OMIM-Nummer: 175200, 602216 (STK11)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Peutz-Jeghers-Syndrom (hamartomatöse Polyposis
intestinalis) ist eine seltene, autosomal-dominant
vererbte Erkrankung, die in ca. 50 % der Fälle sporadisch auftritt. Die Häufigkeit wird auf 1:25.000 bis
1:280.000 geschätzt. Zwei Symptomenkomplexe sind
charakteristisch: I) Hamartöse Polypen im GI-Trakt
(Prädilektion des Jejunums für Invaginationen,
Obturationen und intestinale Blutungen, sekundäre
Anämie), II) Melaninflecken auf Lippen, Schleimhäuten, Fingern, Zehen und Vulva. Die klinischen
Diagnosekriterien wurden 2010 festgelegt. Patienten
zeigen eine Disposition für gastrointestinale Tumoren
sowie ein erhöhtes Risiko für Ovarial-, Cervix-,
Pankreas-, Lungen-, Hoden- und Brustkrebs. Anlageträger haben ein bis zu 90 %iges Kumulativrisiko, im
Laufe des Lebens an einem intestinalen oder extraintestinalen Tumor zu erkranken.
Ursache sind Mutationen im STK11 (LKB1)-Gen,
welches für eine Serin-Threonin-Kinase mit Tumorsuppressor-Aktivität codiert. Inaktivierende Mutationen führen zur Fehlregulation des mTOR-Signalübertragungsweges, der bei der Enstehung von hamartomatösen Syndromen eine zentrale Rolle spielt. Bei
Patienten mit klinisch gesicherter Diagnose und positiver Familienanamnese liegt die Detektionsrate für
Punktmutationen im STK11-Gen bei etwa 70%, bei
sporadischen Fällen bei 20-60%. Da 15-30% aller
Mutationen im STK11-Gen Deletionen einzelner oder
mehrerer Exons sind, kann die Sensitivität der
Untersuchung bei Kombination mehrerer Methoden
(z.B. Mutationssuche mittels DNA-Sequenzanalyse
und MLPA (Multiplex Ligation Dependent Probe
Amplification) auf über 90% gesteigert werden.
Bei der prädiktiven genetischen Diagnostik werden
gesunde Risikopersonen untersucht, in der Regel erstgradige Verwandte von Betroffenen. Hier sollte jede
genetische Diagnostik mit dem Angebot einer genetischen Beratung verbunden sein. Bei einer prädiktiven
Diagnostik muss vor der Untersuchung und nach
Vorliegen des Resultats eine genetische Beratung
erfolgen (§10, Abs. 2 GenDG). Eine Ausnahme davon
ist nur möglich, wenn eine schriftliche Verzichtserklärung der Risikoperson nach schriftlicher
Aufklärung über die Beratungsinhalte vorliegt. Gemäß
den Empfehlungen der Fachgesellschaften sollte eine
psychotherapeutische Betreuung vor, während und
nach der Untersuchungsphase bestehen.
Indikation
V.a. und DD PJS nach histologischer Untersuchung mit
dem Ergebnis „hamartomatöser Polyp“ (DD juvenile
Polyposis, Cowden-Syndrom)
Vorhandensein eines der folgenden Kriterien:
- 2 oder mehr hamartomatöse Polypen
- hamartomatöse Polypen beim Indexpatienten
und positive Familienanamnese
- charakteristische Schleimhautpigmentierung
beim Indexpatienten und positive
Familienanamnese
- hamartomatöse Polypen und charakteristische
Schleimhautpigmentierung
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Peutz-Jeghers-Syndrom (PJS)
(ICD-10 Code: [Q85.8])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche STK11-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik STK11-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 9 codierenden Exons des STK11-Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des STK11-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 3 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Beggs et al, Gut 59(7):975 (2010) / Resta et al, Hum Genet
128:373 (2010) / Wei et al, Clin Cancer Res 14:1167 (2008) /
de Leng et al, Clin Genet 72:568 (2007) / Hearle et al, J Med
Genet 43:e15 (2006) / Volikos et al, J Med Genet 43:e18
(2006) / Aretz et al, Hum Mutat 26:513 (2005) / Schumacher
et al, J Med Genet 42:428 (2005) / Launonen et al, Hum Mutat
26:291 (2005) / Amos et al, J Med Genet 41: 327 (2004) /
Jenne et al, Nature Genet 18:38 (1998) / Hemminki et al,
Nature 391:184 (1998)
Pfeiffer-Syndrom [Q75.0]
OMIM-Nummer: 101600, 136350 (FGFR1), 176943
(FGFR2)
Dr. med. Imma Rost, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Pfeiffer-Syndrom (AcrocephalosyndaktylieSyndrom Typ 5, ACS5) zählt zu den Kraniosynostosen.
Klinisch werden 3 Typen des Pfeiffer-Syndroms unterschieden:
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
- Typ 1 (klassisches Pfeiffer-Syndrom): die
Synostose betrifft meist die Koronarnaht mit
Brachyzephalie, Mittelgesichtshypoplasie,
Hypertelorismus, Exophthalmus und
mandibulärer Prognathie. Typisch sind
verbreiterte Daumen und Großzehen mit
radialer bzw. tibialer Abweichung sowie
manchmal proximale häutige Syndaktylien.
Die Intelligenz ist meist nicht beeinträchtigt.
- Typ 2: charakteristisch ist der Kleeblattschädel
mit ähnlichen Hand-und Fußfehlbildungen wie
bei Typ 1.
- Typ 3: ähnlicher Phänotyp wie Typ 2, jedoch
ohne Kleeblattschädel.
Typ 1 tritt meist familiär auf mit kompletter
Penetranz und variabler Expressivität, Typ 2 und 3
sind häufiger als Typ 1 und treten immer sporadisch
auf; die Patienten sind durchwegs schwerer betroffen
als beim Typ 1, die Lebenserwartung ist deutlich reduziert. Genaue Häufigkeiten sind für das PfeifferSyndrom nicht bekannt, es ist aber deutlich seltener
als das Apert- oder Crouzon-Syndrom. Verursacht
wird das Pfeiffer-Syndrom durch Mutationen im
FGFR1- und FGFR2-Gen, wobei den Unterformen 2
und 3 immer, der Unterform 1 zu 95 % Mutationen in
FGFR2 zugrunde liegen.
Indikation
V.a. und DD Pfeiffer-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Pfeiffer-Syndrom (ICD-10 Code: [Q75.0])
Auftrag:
Typ 1: Mutationssuche FGFR2/1-Gen
oder
Typ 2 oder 3: Mutationssuche FGFR2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden die betroffenen Anteile
des FGFR2- und/oder FGFR1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
4 Wochen
Literatur
Seto et al, Am J Med Genet 143A:678 (2007) / Vogels and
Fryns, Orphanet J Rare Dis 1:19 (2006) / Kress et al, Eur J Hum
Genet 14:39 (2006) Wilkie et al, Am J Med Genet 112:266
226
(2002) / Schell et al, Hum Molec Genet 4:323 (1995) Muenke
et al, Nature Genet 8:269 (1994)
Phenylketonurie (PKU) [E70.0],
Hyperphenylalaninämie (HPA) [E70.1]
OMIM-Nummer: 261600, 612349 (PAH)
Dipl.-Biol. Wolfgang Rupprecht, Dipl.-Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei der autosomal-rezessiven vererbten Phenylketonurie (PKU) handelt es sich um die häufigste genetisch bedingte Störung des Aminosäurestoffwechsels
(Prävalenz 1 : 7.500–8.500). Durch einen Defekt der
Phenylalaninhydroxylase (PAH) kann die Aminosäure
Phenylalanin nicht mehr ausreichend zu Tyrosin verstoffwechselt werden. Es kommt zu einer unphysiologischen Ansammlung von Phenylalanin, die unbehandelt zu einer ausgeprägten Schädigung des Gehirns
und dadurch zu einer schweren psychomotorischen
Retardierung führt. Die molekulare Ursache findet
sich in Mutationen im PAH-Gen, welches für die
Phenylalaninhydroxylase codiert. Es sind unterschiedliche Mutationen beschrieben, die entweder zu einer
reduzierten Enzymaktivität oder zu einem vollständigen Ausfall des Enzyms führen. Dadurch erklärt sich
auch die bestehende Genotyp-Phänotyp-Korrelation.
Die Kombination zweier "milder" Mutationen oder
einer "milden" mit einer "schweren" Mutation führt in
der Regel zu einer milden Hyperphenylalaninämie
bzw. milden Phenylketonurie. Die Kombination zweier
"schwerer" Mutationen führt überwiegend zu einer
klassischen Phenylketonurie. Diese GenotypPhänotyp-Korrelation ist jedoch nicht immer gegeben,
und es sind Mutationen beschrieben, die in homozygoter Form zu unterschiedlichen Phänotypen führen
können.
Die Therapie der PKU erfolgt über eine strenge phenylalaninarme Diät. Eine weitere Behandlungsmöglichkeit
besteht in der Gabe von Tetrahydrobiopterin (BH4),
ein Cofaktor der Phenylalaninhydroxylase. In pharmakologischen Dosen vermag Tetrahydrobiopterin die
Struktur der fehlgefalteten Phenylalaninhydroxylase
zu stabilisieren (molekulares Chaperon) und deren
Enzymaktivität zu erhöhen. Ein Großteil der Patienten
profitiert von einer BH4-Therapie. Auch bei der
Wirksamkeit einer BH4-Therapie gibt es GenotypPhänotyp-Korrelationen, die es in vielen Fällen ermöglichen im Vorfeld das Ansprechen auf die Therapie
abzuschätzen.
Indikation
V.a. Phenylketonurie, V.a. Hyperphenylalaninämie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: PKU/HPA (ICD-10 Code: [E70.0], [E70.01])
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
molek_parameter_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:58 Seite 227
Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche PAH-Gen
und/oder
Stufe II: MLPA-Analyse PAH-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons des PAH-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des PAH-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2-3 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Blau et al, Mol Genet Metab 104:S2-9 (2011) / Staudigl et al,
Hum Mol Genet 20:2628 (2011) / Mütze et al, Kinder- und
Jugendmedizin 11: 243 (2011) / Zurflüh et al, Hum Mutat
29:167 (2008) / Gersting et al, Am J Hum Genet 83:5 (2008) /
Muntau et al, N Engl J Med 347:2122 (2002)
Pitt-Hopkins-Syndrom (PTHS) [F89.0]
OMIM-Nummer: 610954, 602272 (TCF4)
Dr. med. Imma Rost,
Dr. rer. biol. vet. Ina Vogl
Wissenschaftlicher Hintergrund
1978 beschrieben Pitt und Hopkins erstmals zwei
Patienten mit einer Entwicklungsstörung, ähnlichem
Aussehen und Hyperventilationsanfällen. Ab 2007
wurden zunächst Mikrodeletionen der Region
18q21.2 als Ursache des PTHS gefunden, kurz darauf
dann Mutationen in TCF4.
Folgende äußere Merkmale sind charakteristisch und
mit zunehmendem Alter stärker ausgeprägt: tiefliegende Augen mit leicht nach außen oben ansteigenden Lidachsen, prominente Nasenwurzel, leicht gebogener Nasenrücken und abgeflachte Nasenspitze,
breite Nasenflügel, kurzes Philtrum, betontes Kinn.
Oft liegen embryonale Fingerbeerenpolster vor.
Im ersten Lebensjahr fällt eine Muskelhypotonie auf;
die meisten Kinder werden in dieser Zeit als „ruhig“
beschrieben. Meist liegt eine schwere globale
Entwicklungsstörung vor. Die betroffenen Kinder lernen im Schnitt zwischen dem 3. und 4. Lebensjahr laufen; der Spracherwerb ist stark beeinträchtigt bis fehlend; viele Betroffene verfügen nur über wenige
Worte. Die Stimmung wird meist als fröhlich beschrie-
ben. Häufig werden Handautomatismen wie Wedeln
oder Klatschen beobachtet. Rund 60% haben ausschließlich im Wachzustand Episoden von
Hyperventilation und/oder Apnoe, die nicht im
Zusammenhang mit epileptischer Aktivität stehen.
Knapp die Hälfte der Patienten hat eine Epilepsie.
Schwerwiegende angeborene Fehlbildungen sind selten. Oft liegt eine chronische Obstipation vor. Das
Wachstum ist meist nicht beeinträchtigt; etwa ein
Drittel entwickelt eine Mikrozephalie. Im MRT können ein Balkenmangel und eine Ventrikelerweiterung
auffallen. Die Hälfte der Kinder hat eine Myopie oder
einen Strabismus.
Differentialdiagnostisch ist u.a. an das Angelman- und
das Mowat-Wilson-Syndrom zu denken, aber auch an
das Rett-Syndrom und das Joubert-Syndrom (s. dort).
Die Prävalenz wurde auf 1:11.000 geschätzt; wahrscheinlich ist das PTHS aber unterdiagnostiziert.
Krankheitsverursachend ist die Haploinsuffizienz des
TCF4-Gens in 18q21.2 durch Mutationen (ca. 70%)
und Deletionen (ca. 30%). Das TCF4-Gen hat 20 Exons,
davon 18 Protein-codierende (2-19). Das TCF4-Protein
ist ein Transkriptionsfaktor, der in der Embryonalentwicklung u.a. im ZNS hoch exprimiert ist.
Da Mutationen und Deletionen in TCF4 in der Regel
neu entstehen, ist das Wiederholungsrisiko für
Geschwister gering anzusetzen, außer es wurde bei
einem Elternteil ein somatisches oder Keimzellmosaik
nachgewiesen.
Indikation
V.a. Pitt-Hopkins-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Pitt-Hopkins-Syndrom
(ICD-10-Code: [E89.0])
Auftrag: Mutationssuche TCF4-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
Stufe I und II: 1 ml EDTA-Blut
Stufe III: 2 ml Heparinblut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons des TCF4-Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse der chromosomalen Region 18q21.2 auf das
Vorhandensein von Deletionen mittels MLPA durchgeführt.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Stufe III: Chromosomenanalyse zum Ausschluss einer
balancierten Translokation, die zur Disruption von
TCF4 führt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 3-4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Stufe III: weitere 2 Wochen
Literatur
Whalen et al, Hum Mut 33:64 (2012) / Ardinger et al,
GeneReviews™ (2012) / Marangi et al, Am J Med Genet
155A:1536 (2011) / Amiel et al, Am J Hum Genet 80:988
(2007) / Zweier et al, Am J Hum Genet 80:994 (2007)
Polyposis Coli, familiäre adenomadöse (FAP)/
MUTYH-assoziierte Polyposis (MAP) [D12.6]
OMIM-Nummer: 175100, 611731 (APC), 608456,
604933 (MUTYH)
Dipl.-Ing. (FH) Tanja Hinrichsen, Dr. rer. nat. Stefanie
Kühner, Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die klassische familiäre adenomatöse Polyposis coli
(FAP) wird autosomal-dominant vererbt und ist durch
das Auftreten einer Vielzahl (>100 bis tausende) kolorektaler Adenome (Polypen) gekennzeichnet. In der
Regel treten die Polypen im 2. Lebensjahrzehnt auf,
ab einem Alter von 35 Jahren haben bei der klassischen FAP ca. 95% der Betroffenen Polypen. Da die
Wahrscheinlichkeit der malignen Entartung (durchschnittlich ab rund 40 Jahren) bei nahezu 100% liegt,
ist die Kolektomie die Therapie der Wahl.
Die Mehrzahl der Patienten entwickelt weitere extrakolische intestinale Manifestationen wie Duodenalbzw. Papillenadenome (über 50%), die auch als
Präkanzerosen angesehen werden. Es besteht ein
erhöhtes Lebenszeit-Risiko v.a. für Pankreaskarzinom,
papilläres Schilddrüsenkarzinom und Hepatoblastom.
Bei einem Großteil der FAP-Patienten werden eine
charakteristische Hypertrophie des retinalen
Pigmentepithels und Drüsenkörperzysten des Magens
gefunden. Desmoidtumoren kommen v.a. intraabdominell im Bereich von OP-Narben oder im
Mesenterium vor.
In den meisten Fällen ist bereits klinisch eine
Differentialdiagnose FAP versus HNPCC (Hereditäres
nonpolypöses Kolonkarzinom) anhand des Koloskopiebefundes (Anzahl und Lokalisation der Polypen) möglich. Die klassische FAP wird durch Keimbahnmutationen im APC-Tumorsuppressor-Gen auf
Chromosom 5 (5q21-22) hervorgerufen. Die molekulargenetische Untersuchung kann bei 80 bis 90% der
Patienten mit typischer FAP eine Keimbahnmutation
im APC-Gen nachweisen. Durch eine weitere zufällige
somatische Mutation des noch intakten APC-Allels
kommt es zum Verlust der Heterozygotie (Loss of
228
Heterozygosity, LOH) und damit zum Totalausfall des
APC-Systems in den betroffenen Epithelzellen. Das
APC-System spielt eine wichtige Rolle im Wnt/βSignalweg. Die meisten (über 80%) APC-Mutationen
sind nonsense- oder frameshift-Mutationen, die zum
funktionellen Verlust eines APC-Allels führen, ca. 9%
sind Spleißmutationen. Bei 5-10% der Patienten liegt
eine Deletion oder Duplikation des APC-Gens vor.
Neben der klassischen FAP existiert auch eine mildere
Verlaufsform der Erkrankung, die attenuierte FAP.
Diese Patienten entwickeln meist weniger als 100
Adenome, und diese entstehen in der Regel 10-15
Jahre später, als bei der klassischen FAP. Die Polypen
sind zudem mehr proximal im Kolon lokalisiert im
Vergleich zur klassischen FAP.
Es gibt gewisse Genotyp-Phänotyp-Korrelationen,
sowohl für die typische als auch für die attenuierte
FAP.
Zu den APC-assoziierten Polyposis-Syndromen werden zudem das Gardner-Syndrom (Adenomatöse
Polyposis Coli sowie Weichteiltumoren und Osteome)
und das Turcot-Syndrom (Adenomatöse Polyposis Coli
und ZNS-Tumoren, v.a. Medulloblastome) gezählt.
Eine weiteres Polyposis-Syndrom, das klinisch mit der
attenuierten FAP vergleichbar ist, ist die MUTYH-assoziierte Polyposis (MAP). Diese Erkrankung wird durch
Keimbahnmutationen im MUTYH-Gen verursacht und
ist eines der wenigen Tumorsyndrome, das autosomal-rezessiv vererbt wird. Das MUTYH-Gen ist bei der
Basenaustausch-Reparatur (BER) beteiligt. An das
Vorliegen einer MAP sollte gedacht werden, wenn bei
Einzelpatienten oder in Geschwisterschaften, deren
Eltern gesund sind, ein kolorektales Karzinom in jungen Jahren diagnostiziert wird bzw. bei Vorliegen
eines Polyposis-Syndroms ohne Mutationsnachweis
im APC-Gen.
Bei positiver Familienanamnese muss zunächst der
bereits erkrankte Indexpatient auf das Vorliegen einer
Mutation im APC- bzw. MUTYH-Gen untersucht werden. Wenn eine krankheitsverursachende Mutation
gefunden wurde, können auch gesunde Angehörige
als Risikopersonen gezielt auf die in der Familie indentifizierte Mutation untersucht werden (prädiktive
genetische Diagnostik). Eine molekulargenetische
Differenzierung von FAP und MAP ist wegen der korrekten Risikoeinschätzung und Vorsorgeempfehlung
von Bedeutung. Bei Nachweis einer APC-Mutation
sollte ab dem 10. Lebensjahr mit jährlichen
Koloskopien begonnen werden, bei Nachweis zweier
MUTYH-Mutationen etwa ab dem 18. Lebensjahr.
Bei der prädiktiven genetischen Diagnostik werden
gesunde Risikopersonen untersucht, in der Regel erstgradige Verwandte von Betroffenen. Hier sollte jede
genetische Diagnostik mit dem Angebot einer genetischen Beratung verbunden sein. Bei einer prädiktiven
Diagnostik muss vor der Untersuchung und nach
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Vorliegen des Resultats eine genetische Beratung
erfolgen (§10, Abs. 2 GenDG).
Indikation
FAP:
typischer
Koloskopiebefund
(multiple
Polypen)/auffällige Familienanamnese
MAP: keine Mutation im APC-Gen/auffällige
Familienanamnese
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: FAP (ICD-10 Code: [D12.6])
Auftrag: Stufe I: Mutationssuche APC-Gen
und/oder
Stufe II: Deletions-/Duplikationsdiagnostik APC-Gen
und/oder
Diagnose: MAP (ICD-10 Code: [D12.6])
Auftrag:
Stufe III: Mutationssuche MUTYH-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Methode E (längere Bearbeitungszeiten möglich)
Stufe I: FAP: Aus genomischer DNA werden alle 15
Exons des APC-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Stufe II: Deletions-/Duplikationsanalyse des APC-Gens
mittels MLPA-Analyse
Stufe III: MAP: Aus genomischer DNA werden alle 16
Exons des MUTYH-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Material
2 ml EDTA-Blut
Dauer der Untersuchung
4-6 Wochen
Literatur
Pox et al, S3 Leitlinie Kolorektales Karzinom (2013) / Kerr et al,
J Mol Diag 15, 1:31 (2013) / Aretz et al, doi:10.1038
ejhg.2012.163 (2012) / Gryfe, Clin Colon Rectal Surg.
22(4):198 (2009) / Aretz, DÄB; 107(10):163 (2010) / Möslein,
Chirurg 79:1038 (2008) / Aretz et al, Int J Cancer 119: 807
(2006) / Friedl et al, Hered Cancer Clin Pract 3:95 (2005)
Polyposis coli, juvenile (JPS) [D12.6]
OMIM-Nummer: 174900, 600993 (SMAD4), 601299
(BMPR1A)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die juvenile Polyposis coli ist eine seltene (Inzidenz
1:16.000 - 1:100.000.), autosomal-dominant vererbte
Erkankung des Gastrointestinaltrakts (GI), die durch
das Auftreten juveniler (hamartomatöser) Polypen (>
5 im kolorektalen Bereich bis zu multiplen im gesamten GI-Trakt) gekennzeichnet ist. 75% der Patienten
haben eine positive Familienanamnese. Obwohl die
meisten juvenilen Polypen gutartig sind, entwickeln
10-50% der Patienten Kolonkarzinome, Magenkarzinome, Tumoren des Gastrointestinaltrakts oder
Pankreaskarzinome. Eine frühzeitige Diagnose ist
wichtig, da das erhöhte Tumorrisiko bereits im Kindesund Jugendalter besteht und regelmäßige endoskopische Kontrollen erfolgen sollten.
Molekulare Ursache ist in jeweils 20% der Patienten
eine Mutation im SMAD4-Gen oder im BMPR1A-Gen.
SMAD4 (MADH4, DPC4 (deleted in pancreatic cancer))
ist ein Tumorsuppressorgen. Das Genprodukt spielt
eine wichtige Rolle in der Transforming Growth Factor
ß-Signaltransduktion. Das BMPR1A (bone morphogenetic protein receptor 1A)–Gen codiert für einen Typ I
Serin-Threonin-Kinase-Rezeptor der TGFß-Superfamilie. Die BMP-Signaltransduktion wird ausgehend
vom Oberflächenrezeptor BMPR1A durch SMAD4 vermittelt. Eine Genotyp-Phänotyp-Korrelation zwischen
SMAD4- oder BMPR1A-Mutationen und der klinischen
Symptomatik ist nur sehr begrenzt möglich. Der Anteil
genomischer Deletionen in beiden Genen beträgt bis
zu 15%.
Bei der prädiktiven genetischen Diagnostik werden
gesunde Risikopersonen untersucht, in der Regel erstgradige Verwandte von Betroffenen. Hier sollte jede
genetische Diagnostik mit dem Angebot einer genetischen Beratung verbunden sein. Bei einer prädiktiven
Diagnostik muss vor der Untersuchung und nach
Vorliegen des Resultats eine genetische Beratung
erfolgen (§10, Abs. 2 GenDG). Eine Ausnahme davon
ist nur möglich, wenn eine schriftliche Verzichtserklärung der Risikoperson nach schriftlicher
Aufklärung über die Beratungsinhalte vorliegt.
Indikation
V.a. und DD JPS nach histologischer Untersuchung mit
dem Ergebnis „hamartomatöser Polyp vom juvenilen
Typ“ (DD Peutz-Jeghers Syndrom, Cowden-Syndrom).
Vorhandensein eines der folgenden Kriterien:
- Mehr als 5 juvenile Polypen im kolorektalen
Bereich
- Multiple juvenile Polypen im oberen und
unteren GI-Trakt
- beliebige Anzahl von und positive
Familienanamnese für juvenile Polypen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Polyposis coli, juvenile (JPS)
(ICD-10 Code: [D12.6]
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche SMAD4-Gen,
und/oder
Stufe II: Mutationssuche BMPR1A-Gen,
und/oder
Stufe III: Deletionsdiagnostik SMAD4-Gen und
BMPR1A-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 11 codierenden Exons des SMAD4-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 11 codierenden Exons des BMPR1A-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe III: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse der Gene SMAD4 und BMPR1A auf Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 3 Wochen
Stufe II: weitere 3 Wochen
Stufe III: weitere 2 Wochen
Literatur
Calva-Cerqueira et al, Clin Genet 75:79 (2009) / van Hatten et
al, Gut 57:623 (2008) / Aretz et al, J Med Genet 44(11):702
(2007) / Pyatt et al, J Mol Diagn 8:84 (2006) / Howe et al, J
Med Genet 41:484 (2004) / Friedl et al, Hum Genet 111:108
(2002) / Sayed et al, Ann Surg Oncol 9:901 (2002) / Zhou et al,
Am J Hum Genet 69:704 (2001) / Howe et al, Science
280:1086 (1998)
Polyzystische Nierenerkrankung, autosomaldominante Form (ADPKD) [Q61.2 ]
Molekulare Ursache sind Mutationen im PKD1- (85%
der Fälle) und im PKD2-Gen (15% der Fälle). Bei PKD1Mutationsträgern manifestiert sich die Erkrankung
früher, und auch Nierenversagen tritt im Schnitt 20
Jahre früher auf als bei PKD2-Mutationsträgern
(Genotyp-Phänotyp-Korrelation). Das PKD1-Gen
umfasst 46 Exons, wobei der Bereich von Exon 1-32
weiter proximal auf Chromosom 16 in sechs duplizierten Kopien als Pseudogen vorkommt. Das PKD2-Gen
umfasst 15 Exons. Die bisher identifizierten Punktmutationen in beiden Genen beinhalten alle
Mutationstypen und sind über alle Exons verteilt.
Genomische Deletionen sind bei ADPKD mit 4% für
PKD1 und weniger als 1% für PKD2 relaiv selten. Eine
Ausnahme ist das TSC2/PKD1 Contiguous Gene
Syndrome, bei dem große genomische Deletionen das
PKD1-Gen sowie das daran angrenzende TSC2-Gen
umfassen. Diese Patienten weisen allerdings klinische
Symptome einer Tuberösen Sklerose mit der frühen
Manifestation von Nierenzysten auf. Diese Mikrodeletionen können mittels FISH-Diagnostik erfasst
werden. Die Sensitivität der Mutationsanalyse für
PKD1 und PKD2 liegt bei Patienten, bei denen die klinischen Kriterien für ADPKD erfüllt sind, bei 75-90%.
Die Genprodukte (Polycystin-1 und -2) sind transmembrane Glykoproteine der primären Zilien der
Nierenepithelzellen, die über ihre zytoplasmatischen
C-Termini miteinander interagieren (s. Abb.). Der
Polycystin1-/Polycystin-2-Komplex ist über verschiedene Signaltransduktions-Kaskaden an Proliferation,
Apoptose, Differenzierung, sowie der Regulation von
Zellform und Durchmesser der Nierentubuli beteiligt.
Die Entwicklung der Zysten folgt dem 2-TrefferModell, wonach zu der Keimbahnmutation in einem
der beiden Gene ein zweites, somatisches
Mutationsereignis im gleichen oder dem anderen
PKD-Gen (Transheterozygotie) die Tumorsuppressorfunktion beider Proteine inaktiviert (Loss of
Heterozygosity, LOH).
OMIM-Nummer: 173900, 601313 (PKD1), 613095
173910 (PKD2)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die autosomal-dominante Form der polyzystischen
Nierenerkrankung (ADPKD, Inzidenz ca. 1:1.000) ist
charakterisiert durch die progrediente Entwicklung
flüssigkeitsgefüllter Zysten in allen Bereichen der
Nephrone und Sammelrohre und die beidseitige
Ausbildung vergrößerter, polyzystischer Nieren. Die
Erkrankung kann bereits im Kindesalter mit
Hämaturie, Bluthochdruck und Infektion der
Nierenzysten beginnen. Zwischen dem 30. und dem
70. Lebensjahr tritt meist eine Niereninsuffizienz auf,
die bei 50% der Patienten bis zum 60. Lebensjahr zum
Nierenversagen führt. 95% der Patienten haben eine
positive Familienanamnese.
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Indikation
V.a. und DD ADPKD, positive Familienanamnese
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Autosomal dominante Polyzystische
Nierenerkrankung (ADPKD) (ICD-10 Code: [Q61.2])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche PKD1-Gen
und/oder
Stufe II: Mutationssuche PKD2-Gen
und/oder
Stufe III: Deletionsdiagnostik PKD1-Gen und PKD2Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
Stufe I-III: 1ml EDTA-Blut (Sequenzierung und MLPA)
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird zunächst die duplizierte Region des PKD1-Gens mittels Long Range PCR
voramplifiziert und anschließend alle 46 Exons des
PKD1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden alle 15 Exons
des PKD2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert..
Stufe III: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des PKD1- und PKD2-Gens auf das
Vorhandensein von Deletionen oder Duplikationen
mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 6 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Stufe III: weitere 2 Wochen
Literatur
Hoefele et al, Nephrol Dial Transplant 26:2181 (2011) / Harris
and Rossetti, Nat Rev Nephrol 6:197 (2010) / Harris and
Torres, Annu Rev Med 60:321 (2009) / Tan et al, Hum Mutat
30:264 (2009) / Consugar et al, Kidney Int 74:1468 (2008) /
Kozlowski et al, Genomics 91:203 (2007) / Garcia-Gonzalez et
al, Mol Genet Metab 92:160 (2007) / Rosetti et al, J Am Soc
Nephrol 18:2143 (2007) / Klein et Mayer, Dade Behring News
1-2006 (2006) / Boucher et Sandford, Eur J Hum Genet 12:
347 (2004) / Wilson, N Engl J Med 350: 151 (2004) /
Phakdeekitcharoen et al, J Am Soc Nephrol 12: 955 (2001) /
Rosetti et al, Am J Hum Genet 68: 46 (2001) / Brook-Carter et
al, Nature Genet 8: 328 (1994)
Porphyrien [E80.2]
OMIM-Nummer: 176100, 613521 (UROD), 176000,
609806 (HMBS)
Dipl. - Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Porphyrien werden durch Enzymdefekte der HämBiosynthese verursacht, wodurch es zur Akkumulation und Ablagerung von Intermediärprodukten
im Gewebe kommt. Je nach Porphyrie-Typ und
Noxen-Exposition treten abdominale, neurologische
und /oder kutane Symptome auf.
Da die klinische Smyptomatik oftmals keine eindeutige
Zuordnung ermöglicht, lässt differentialdiagnostisch
zunächst ein Metaboliten-Profil aus einer Urinprobe
Rückschlüsse auf den Porphyrie-Typ zu. Die genetische
Diagnostik kann die Diagnose sichern und dient der
Überprüfung einer Anlageträgerschaft.
Indikationen
- V.a. akute intermittierende Porphyrie (AIP),
[HMBS-Defizienz]
- V.a. Porphyria cutanea tarda (PCT), [URODDefizienz]
- V.a. Porphyrie (unklarer Typ)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Aktue Intermittierende Porphyrie:
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Akute Intermittierende Porphyrie
(ICD-10 Code: [E80])
Auftrag: AIP: Mutationssuche und MLPA-Analyse
HMBS-Gen
Porphyria Cutanea Tarda:
Diagnose: Porphyria Cutanea Tarda
(ICD-10 Code: [E80])
Auftrag: PCT: Mutationssuche und MLPA-Analyse
UROD-Gen
Porphyrie unklaren Typs (nach Rücksprache):
Diagnose: Porphyrie unklaren Typs
(ICD-10 Code: [E80])
Auftrag: Porphyrie-Diagnostik mittels NGSTechnologie (nur nach Rücksprache, derzeit keine
Regelleistung)
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons
des HMBS-Gens bzw. des UROD-Gens amplifiziert
sequenziert,
Bei unklarer Differentialdiagnose besteht die Möglichkeit der parallelen Untersuchung aller PorphyrieFormen mittels Next Generation Sequencing (NGS) (s.
Kap. Neue Technologien). Derzeit keine Regelleistung.
Dauer der Untersuchung
ca. 2-3 Wochen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Schematische Darstellung der Häm-Biosynthese
Akute Prophyrien:
Leitsymptom sind Abdominalkoliken, die durch Alkohol, Fasten oder Medikamente ausgelöst werden. Die
Häufigkeit für die akute intermittierende Porphyrie liegt in Westeuropa bei 1:10.000.
Akute Porphyrien
Gen, Genort
Erbgang
Symptome
Porphyria
variegata (PV)
PPOX, 1q22
autosomaldominant
Abdominalkoliken, Neurologie wie bei AIP, selten
kutane Beteiligung möglich
ALA-Dehydratase
Defizienz Porphyrie
ALAD, 9q34
autosomalrezessiv
Abdominalkoliken, neurologische
Symptomatik
Akute
intermittierende
Porphyrie (AIP)
Hereditäre
Koproporphyrie
(HCP)
232
HMBS, 11q23.3
CPOX, 3q12
autosomaldominant
autosomaldominant
kolikartige Bauchschmerzen, Erbrechen,
Obstipation, variabel ausgeprägte
neurologische Symptomatik,
keine kutane Symptomatik
meist geringer ausgeprägte neurologische
Symptomatik im Vergleich zu AIP und PV,
kutane Beteiligung möglich
Häufigkeit
häufigste akute
Porphyrie
selten
sehr selten
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Nicht akute Porphyrien:
Führend ist die Hautsymptomatik, die durch kutane Einlagerung von Häm-Vorstufen verursacht wird und zu einer
erhöhten Lichtempfindlichkeit führt. Sonnenexposition führt zu Hautschäden, die von leichter Blasenbildung bis hin
zu schweren Verbrennungen und Mutilationen reichen.
Nicht akute
Porphyrien
Gen, Genort
Erbgang
Symptome
Häufigkeit
UROD, 1p34
autosomaldominant
gesteigerte Photosensitivität und damit
einhergehende Hautveränderungen
Erythropoetische
Protoporphyrie
FECH, 18q21.3
und ALAS2,
Xp11.21
autosomaldominant
gesteigerte Photosensitivität und damit
einhergehende Hautveränderungen
weltweit
häufigste Form der
Porphyrien
UROS, 10q25.2q26.3
autosomalrezessiv
hochgradige Photosensitivität,
sehr selten
teilweise mutilierende Hautveränderungen
UROD, 1p34
autosomalrezessiv,
homozygote
PCT-Form
hochgradige Photosensitivität,
k. A.
teilweise mutilierende Hautveränderungen
Porphyria
cutanea tarda
(PCT)
Kongenitale
Erythropoetische
Porphyrie
Hepatoerythropoetische
Porphyrie
(HEP)
Literatur
Thunell et al, Br J Clin Pharmacol 64:668 (2007) / PobleteGutiérrez et al, Hautarzt 57:493 (2006) Herrick et al, Best
Practice & Research Clinical Gastroenterology 19:235 (2005) /
Petrides, Deutsches Ärzteblatt 94: A3407 (1997)
Prader-Willi-Syndrom (PWS) [Q87.1]
OMIM-Nummer: 176270
Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Prader-Willi-Syndrom (PWS) zeichnet sich im
Säuglingsalter durch eine ausgeprägte Muskelhypotonie mit Trinkschwäche und Gedeihstörung
aus. Während der Schwangerschaft können verminderte Kindsbewegungen auffallen; die Geburt kann
aus Beckenendlage erfolgen. Die motorische Entwicklung ist mäßig verzögert, die Kinder können mit
durchschnittlich einem Jahr sitzen, mit zwei Jahren
frei laufen. Es besteht eine mäßige mentale
Retardierung, bei ca. 40% liegt die Intelligenz im unteren Normbereich, trotzdem sind Lernschwierigkeiten
häufig. Jenseits des Säuglingsalters kommt es zur
Hyperphagie mit Entwicklung einer Adipositas und
nachfolgenden Komplikationen wie Diabetes mellitus
und kardiopulmonale Erkrankungen. Meist entwickelt
sich ein Minderwuchs. Es besteht ein Hypogenitalismus
bzw. Hypogonadismus mit niedrigen Hormonspiegeln;
die Pubertätsentwicklung ist oft nicht altersgemäß.
Als typische Verhaltensweisen werden Sturheit und
Wutanfälle sowie Hautzupfen mit der Tendenz zur
Selbstverletzung beobachtet. Gute Fähigkeiten zeigen
Patienten mit PWS im Bereich der visuellen Erfassung
und Verarbeitung wie z.B. beim Zusammenlegen von
Puzzles. An äußeren Merkmalen findet man oft ein
selten
schmales Gesicht, mandelförmige Augen, Strabismus,
einen kleinen Mund mit schmaler Oberlippe, kleine
Hände und Füße. Bei den meisten Patienten mit einer
Mikrodeletion als Ursache des PWS ist eine gewisse
Hypopigmentierung festzustellen. Die Häufigkeit wird
auf 1:15.000 bis 1:30.000 angegeben. Die krankheitsverursachenden Gene liegen beim Prader-WilliSyndrom und dem Angelman-Syndrom (AS, s. dort) in
einer Chromosomenregion (15q11.2-q13), die dem
sog. Genomic Imprinting unterliegt. Diese elternspezifische Prägung bewirkt, dass sich Gene im Grad
der DNA-Methylierung, der Chromatinstruktur und
damit der Expression unterscheiden, je nachdem, von
welchem Elternteil sie stammen. Die Steuerung
erfolgt über ein zweigeteiltes Imprintingzentrum in
15q11.2-q13. Aufgrund dieser Besonderheit können
PWS und AS neben der Mikrodeletion weitere
Ursachen haben, die zum Expressionsverlust der
betreffenden Gene führen. Mehrere Gene im Bereich
15q11.2-q13 werden nur vom väterlichen
Chromosom 15 exprimiert und stehen in ursächlichem
Zusammenhang mit dem PWS. Ca. 70% der PWSPatienten haben eine Mikrodeletion 15q11.2-q13 auf
dem vom Vater vererbten Chromosom 15. Rund 30%
haben eine maternale uniparentale Disomie 15 (UPD),
d.h. beide Chromosomen 15 stammen von der
Mutter, keines vom Vater, ca. 1% haben eine Störung
im Imprinting-Zentrum, bei wenigen wurde eine chromosomale Strukturaberration unter Einbeziehung der
Region 15q11.2-q13 gefunden. Es gibt gewisse
Genotyp-Phänotyp-Korrelationen. Die molekularzytogenetische (FISH-)Analyse erfasst nur die
Mikrodeletion, die methylierungssensitive PCR
Mikrodeletion, UPD und Imprinting-Mutation ohne
Spezifizierung.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Prader-WilliSyndrom
70%
29%
1%
bisher
nicht
bekannt
Einzelfälle
Normal
15q11-13
Mikrodeletion
mat pat
15
Uniparentale ImprintingDisomie
Mutationen
AngelmanSyndrom
GenMutationen
Chromosomale
Strukturumbauten
(PWS)
X
70%
1%
4%
5%
bzw. andere
Ursachen
(AS)
20%
Mutationstypen bei Prader-Willi- und Angelman-Syndrom
Indikation
Klinisch V.a. Prader-Willi-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: V.a. Prader-Willi-Syndrom
(ICD-10 Code: [Q87.1])
Auftrag
Stufe I: Methylierungstest bei V.a. Prader-WilliSyndrom, ggf. bei zusätzlichen elterlichen Blutproben Mikrosatellitenuntersuchung zur
Bestimmung des Mutationstyps
und/oder
Stufe II: Mikrodeletionsdiagnostik bei V.a. PraderWilli-Syndrom
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
Stufe I (Molekulargenetik): 1 ml EDTA-Blut
Stufe II (Zytogenetik): 2 ml Heparin-Blut
Methode
Stufe I (Molekulargenetik): Aus genomischer DNA
wird die Region 15q11-13 durch methylierungssensitive PCR zur Unterscheidung des väterlichen bzw. müttlerlichen Allels untersucht. Bei fehlendem väterlichen
Allel wird durch Mikrosatellitenanalyse unter
Miteinbeziehung elterlicher Blutproben unterschieden, ob eine Mikrodeletion oder eine mütterliche UPD
234
vorliegt. Wenn weder eine Deletion noch eine UPD
vorliegt, kann ein Imprinting-Defekt vorliegen
(Speziallabor).
Stufe II (Zytogenetik): Aus Heparin-Blut werden nach
Kultivierung Chromosomen präpariert, mit fluoreszenzmarkierten Sonden hybridisiert und mikroskopisch ausgewertet (FISH-Analyse). Die FISH-Analyse
erfasst nur die Mikrodeletion. Zum Ausschluß seltener
chromosomaler Strukturumbauten konventionelle
Chromosomenanalyse.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2-4 Wochen
Stufe II: weitere 2-3 Wochen
Literatur:
Cassidy et al, EJHG 17:3 (2009) / Leitlinien der Deutschen
Gesellschaft für Humangenetik und dem Berufsverband der
Deutschen Humangenetiker e.V., medgen 22:282 (2010) /
Sarimski: Prader-Willi-Syndrom, in: Entwicklungspsychologie
genetischer Syndrome, Hogrefe, 3.Aufl. (2003) / Rost I.
Monatsschr Kinderheilkd 148: 55-69 (2000) / Zeschnigk et al.,
Eur.J. Hum Genet 5: 94-98 (1997) / Holm et al.Pediatrics
91:398-402 (1993)
Protein C-Defizienz, hereditäre [I82.9]
OMIM-Nummer: 176860, 612283 (PROC)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Protein C ist ein Schlüssel-Enzym bei der Regulation
der Gerinnung und der Entzündungsreaktion.
Aktiviertes Protein C inaktiviert unter anderem Faktor
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Va und VIIIa, wodurch die Thrombin-Bildung und
Gerinnung gehemmt wird. Zusätzlich zeigt Protein C
direkte und indirekte anti-inflammatorische
Aktivitäten. Die Protein C-Defizienz wird autosomaldominant vererbt und ist durch eine variable
Penetranz gekennzeichnet.
Protein C wird vom PROC-Gen codiert, das aus 9 Exons
besteht. Heterozygote Anlageträger von PROCMutationen mit Protein C-Konzentrationen im Plasma
von 25-70% der Norm sind in 1:16.000 Fällen der
Gesamtbevölkerung symptomatisch, aber in 1:5001:200 asymptomatisch. Homozygote oder kombiniert
heterozygote Patienten mit Protein C-Konzentrationen im Plasma von unter 25% entwickeln zum Teil
purpura fulminans, Hautnekrosen und intravaskulär
disseminierende Gerinnung bei der Geburt, während
andere erst im Erwachsenenalter Thrombosen erleiden. Heterozygote Anlageträger haben ein erhöhtes
Risiko für Venenthrombosen bereits in der Jugend.
Es wird zwischen zwei Typen der Protein C-Defizienz
unterschieden:
- Typ I: mit gleichzeitiger Reduktion der
Konzentration und der Funktion
- Typ II: mit normaler oder erhöhter Konzentration
und reduzierter Funktion
Indikation
V.a. Protein C-Defizienz.
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Protein C-Mangel (ICD-10 Code: [I82.9])
Auftrag: Mutationssuche PROC-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
2-5 ml EDTA-Blut des Indexpatienten; 2 ml EDTA-Blut
weiterer Familienmitglieder. Versand der Proben
ungekühlt im Transportröhrchen.
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 8 codierenden
Exons des PROC-Gens sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3 Wochen.
Literatur
Rovida et al, Hum Mutat 28:345 (2007) / Gandrille et al, Blood
86:2598 (1995)
Protein S-Mangel, hereditärer [I82.9]
OMIM-Nummer: 612336, 176880 (PROS1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Ein Mangel an aktivem, antikoagulatorisch wirkendem
Protein S (Protein S-Aktivität <60%) führt zu einer verminderten fibrinolytischen Aktivität. Protein S ist ein
Vitamin K-abhängiges Protein, welches als Kofaktor
des aktivierten Protein C die Inaktivierung der
Gerinnungsfaktoren Va und VIIIa beschleunigt.
Normalerweise liegen ca. 60% von Protein S im
Komplex mit dem C4b-Bindeprotein vor, und nur
freies Protein S steht dem aktivierten Protein C als
Kofaktor zur Verfügung. Protein S-Mangel ist mit einer
erhöhten Neigung zu venösen Thrombosen vom 1. 4. Lebensjahrzehnt an verbunden.
Der angeborene Protein S-Mangel wird wie folgt klassifiziert:
- Typ I: Quantitativer Defekt, Verminderung von
gesamtem und freiem Protein S sowie der
Protein S-Aktivität
- Typ II: Qualitativer Defekt, verminderte Protein SAktivität bei normaler Konzentration an freiem
und gesamtem Protein S
- Typ III: Quantitativer Defekt, freies Protein S und
Protein S-Aktivität vermindert bei normaler
Plasma-Konzentration von gesamtem Protein S
Die Ausprägung des klinischen Phänotyps und das
Erkrankungsalter werden durch Art und Lokalisation
von Mutationen im PROS1-Gen beeinflusst. Sehr selten ist der homozygote oder kombiniert heterozygote
Protein S-Mangel, der häufig zu perinataler Purpura
fulminans oder massiven Thrombosen mit letalem
Ausgang führt. In der Regel weisen diese Patienten
eine Protein S-Aktivität von < 5% auf. Wichtig ist die
Abgrenzung zum erworbenen Protein S-Mangel, der
häufig im Zusammenhang mit Entzündung, Sepsis,
Verbrennung, Polytrauma, Vitamin K-Mangel oder
großen Operationen auftritt. Die Einnahme von
Ovulationshemmern senkt ebenfalls die Protein SAktivität, so dass in diesen Fällen die untere Grenze
des Normbereichs für die Protein S-Aktivität bei 50%
liegt. Mit der molekulargenetischen Untersuchung
können bei über 60% der Patienten mit Verdacht auf
einen angeborenen Protein S-Mangel ursächliche
Mutationen nachgewiesen werden. Dies entspricht 12% aller Patienten mit tiefen Venenthrombosen. Bei
den Mutationen handelt sich dabei in der Regel um
Punktmutationen. Größere Deletionen einzelner
Exons oder häufiger des gesamten Gens machen ca. 25% aller Mutationen aus. Diese können mittels MLPA
analysiert werden.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Gerinnungskaskade
Indikation
V.a. und DD hereditärer versus erworbener Protein SMangel, erniedrigte Protein-S-Konzentration im Plasma,
insbesondere im Zusammenhang mit Thrombosen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Protein S-Mangel (ICD-10 Code: [I82.9])
Auftrag:
Mutationssuche PROS1 -Gen
ggfs.
MLPA-Analyse PROS1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 12 Exons
des PROS1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des PROS1-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2-4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
236
Literatur
Duebgen et al, Am J Clin Pathol 137:178 (2012) / Pintao et al,
Hum Genet 127:121 (2010) / ten Kate et al, Hum Mutat
29:939 (2008) / Yin et al, Throm Haemost 98:783 (2007) / ten
Kate et al, Haematologica 91:1151 (2006) / Biguzzi et al, Hum
Mutat 25:259 (2005) / Johansson et al, Thromb Haemost
94:951 (2005) / Tran et Spencer, Am Heart J 149:S9 (2005) /
Makris et al, Blood 95:1935 (2000) / Espinosa-Parrilla, Hum
Mutat 14:30 (1999)
Pulmonale arterielle Hypertonie [I27.0]
OMIM-Nummer: 178600, 600799 (BMPR2)
Dipl.-Biol. Christine Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Unter der pulmonalen arteriellen Hypertonie (PAH)
werden verschiedene Formen von Lungenhochdruckerkrankungen zusammengefasst. Die PAH kann
sporadisch ohne bekannte Ursache (idiopathische pulmonale arteriellle Hypertonie, IPAH) oder familiär auftreten (hereditäre pulmonale arterielle Hypertonie,
HPAH). Des Weiteren kann eine PAH im Zusammenhang mit anderen Erkrankungen, wie z.B. Bindegewebserkrankungen, HIV-Infektionen oder Lebererkrankungen vorkommen oder auch durch bestimmte Medikamente induziert sein. Die PAH ist gekennzeichnet durch einen mittleren pulmonal-arteriellen
Druck (PAP) von ≥ 25mmHg im Ruhezustand
(bestimmt durch Rechtsherzkatheteruntersuchung)
und durch einen erhöhten Gefäßwiderstand (PVR).
Durch typische Veränderungen der Lungengefäße
kommt es zunehmend zu einer Gefäßverengung und
somit zur Überlastung des rechten Herzens, welche
letztendlich zu einem Rechtsherzversagen führen
kann.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Bei der hereditären pulmonalen arteriellen Hypertonie (HPAH) handelt es sich um eine autosomaldominant vererbte Erkrankung mit unvollständiger
Penetranz. Heterozygote Mutationen (Punktmutationen sowie größere Deletionen/Duplikationen) im
BMPR2-Gen (Bone Morphogenetic Receptor 2) konnten bisher bei über 70% der Patienten mit HPAH und
bei 10-40% der Patienten mit IPAH identifiziert werden. Hierbei handelt es sich wahrscheinlich um
Neumutationen und um hereditäre Fälle, deren familiärer Hintergrund aufgrund einer geringen Penetranz
oft unentdeckt bleibt. Da Patienten mit einer PAH
zumeist nur unspezifische Symptome wie Müdigkeit,
Erschöpfung und Belastungsdyspnoe zeigen, können
2-3 Jahre nach Auftreten der ersten Symptome vergehen, bis die Diagnose gestellt wird. Eine frühe
Diagnosefindung ist für eine erfolgreiche Therapie
sehr wichtig, da ein frühzeitiger Therapiebeginn die
Prognose und die Lebensqualität entscheidend verbessert. Eine molekulargenetische Diagnostik stellt
dabei eine Ergänzung der gängigen diagnostischen
Methoden dar.
Literatur
Machado et al, J Am Coll Cardiol 54:S32 (2009) / Simmonneau
et al, J Am Coll Cardiol 54:S43 (2009) / Montani et al, Eur
Respir Rev 18:272 (2009) / Müller et al, Med Genet 4:318
(2006)
Indikation
V.a. und DD Pulmonale arterielle Hypertonie (HPAH /
IPAH)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Pulmonale arterielle Hypertonie
(ICD-10-Code: [I27.0])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche BMPR2-Gen
und/oder
Stufe II: MLPA-Analyse BMPR2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 13 codierenden Exons einschließlich Spleißstellen des BMPR2Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des BMPR2-Gens auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
RASopathien (Neuro-Kardio-Fazio-Kutane
Syndrome) - Übersicht
intestinaltrakt, ZNS, Auge) sind beteiligt. Bei einigen
Syndromen liegen charakteristische kraniofaziale
Merkmale vor, bei einigen besteht ein erhöhtes
Tumorrisiko. Klinisch gibt es starke Überlappungen
zwischen den einzelnen Krankheitsbildern, die eine
sichere klinische Diagnose und damit eine gezielte
Diagnostik erschweren können. Zudem können mehrere dieser Erkrankungen durch Mutationen in verschiedenen Genen des Ras/MAPK-Signalwegs verursacht sein.
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Als „RASopathien“ wird eine klinisch und genetisch
heterogene Gruppe von Erkrankungen bezeichnet, die
durch Keimbahnmutationen in Genen, die für
Proteine des RAS/Mitogen-aktivierten ProteinkinaseSignalwegs codieren, verursacht werden. Der
RAS/MAP-Kinase-Signalweg spielt eine essentielle
Rolle bei der Regulation des Zell-Zyklus, der
Differenzierung, dem Wachstum und der Apoptose.
Prozesse, die kritisch für eine normale Entwicklung
sind. Eine Dysregulation dieses Signalweges führt zu
tiefgreifenden Folgen für die Entwicklung. Bei den
meisten ursächlichen Mutationen handelt es sich um
aktivierende Veränderungen, welche die Signaltransduktion innerhalb dieses Weges erhöhen.
Anforderung
Es besteht die Möglichkeit einer Diagnostik mittels
Next Generation Sequencing (NGS) (s. Kap. Neue
Technologien). Derzeit keine Regelleistung der gesetzlichen Krankenkassen, nur nach Rücksprache.
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Methode
s. Kap. “Neue Technologien - Next Generation Sequencing”
Die zum Formenkreis “RASopathien” zählenden
Erkrankungen und deren ursächliche Gene sind in der
Tabelle aufgelistet (s.u.). Näheres zu der jeweiligen
Erkrankung s. entsprechende Einträge.
Jedes dieser Syndrome hat charakteristische klinische
Merkmale. Mehrere Organsysteme (Integument, kardiovaskuläres System, Skelett, Muskulatur, GastroErkrankung
OMIM-P
ICD-10
LEOPARD-Syndrom Typ 1
LEOPARD-Syndrom Typ 2
LEOPARD-Syndrom Typ 3
151100
611554
613707
L81.9
Noonan-Syndrom Typ 1
Noonan-Syndrom Typ 4
Noonan-Syndrom Typ 5
Noonan-Syndrom Typ 3
Noonan-Syndrom Typ 7
Noonan-Syndrom
Noonan-Syndrom Typ 6
Noonan-Syndrom
Noonan-Syndrom Typ 8
163950
610733
611563
609942
613706
613224
615355
Q87.1
Neurofibromatose-Noonan-Syndrom
(NFNS)
601321
L81.9
Costello-Syndrom
Cardio-Fazio-Cutanes-Syndrom (CFC) Typ 1
Cardio-Fazio-Cutanes-Syndrom (CFC) Typ 2
Cardio-Fazio-Cutanes-Syndrom (CFC) Typ 3
Cardio-Fazio-Cutanes-Syndrom (CFC) Typ 4
218040
L81.9
Noonan-Syndrom-ähnliche Erkrankung
mit losem Anagenhaar
115150
615278
615279
615280
607721
Q87
613563
Q87
Noonan-Syndrom-ähnliche Erkrankung
mit oder ohne juvenile myelomonozytäre Leukämie (CBL-Mutation-assoziiertes
Syndrom)
Q87
Gen
OMIM-Gen
Diag. Sensivität
PTPN11*
RAF1*
BRAF*
176876
164760
164757
90 %
<5 %
<5 %
PTPN11*
SOS1*
RAF1*
KRAS*
BRAF*
MAP2K1 (MEK1)*
NRAS*
CBL*
RIT1*
176876
182530
164760
190070
164757
176872
164790
165360
609591
ca. 50 %
10-13 %
ca. 5 %
<5 %
<2 %
<2 %
<1 %
selten
ca. 5 %
PTPN11*
NF1*
176876
613113
selten
häufig
BRAF*
KRAS*
MAP2K1 (MEK1)*
MAP2K2 (MEK2)*
164757
190070
176872
601263
ca. 75 %
2-3 %
ca.25 %
ca.20 %
CBL*
165360
k.A.
HRAS*
SHOC2*
190020
602775
100 %
k.A.
Übersicht RASopathien ( Neuro-Kardio-Fazio-Kutane Syndrome)
* auch einzeln als Sanger-Sequenzierung (Regelleistung) anforderbar
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Rett-Syndrom (RTT) [F84.2]
OMIM-Nummer: 312750, 300005 (MECP2)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh,
Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Rett-Syndrom ist eine X-chromosomal-dominante
neurodegenerative Erkrankung (Häufigkeit 1:10.000),
die überwiegend beim weiblichen Geschlecht auftritt.
Beim klassischen Verlauf verlieren die Kinder nach
zunächst unauffälliger Entwicklung zwischen dem 6. und
18. Lebensmonat bereits erworbene Fähigkeiten, v.a.
sinnvolle Handfunktionen, sprachliche Äußerungen und
soziale Interaktion. Ein Leitsymptom ist die Entwicklung
stereotyper Handbewegungen. Weitere Symptome
sind verzögertes Wachstum, Mikrozephalie, Gangataxie,
Episoden von Apnoe oder Hyperpnoe, Schlafstörungen,
zunehmende Skoliose und Krampfanfälle. Die wenigen
männlichen Betroffenen zeigen überwiegend eine
schwere neonatale Enzephalopathie.
Die Erkrankung wird durch Mutationen im MECP2Gen hervorgerufen, das für ein Protein codiert, welches an der Regulation der Genexpression durch
Methylierung beteiligt ist. Der Schweregrad der
Erkrankung wird durch das Muster der X-Inaktivierung
und den Mutationstyp beeinflußt. Die meisten
Mutationen entstehen de novo, so dass das Wiederholungsrisiko gering ist. Selten liegt die Mutation in
Kombination mit einer non-random-X-Inaktivierung
bereits bei der klinisch unauffälligen Mutter vor, so
dass die Diagnostik bei der Mutter eines betroffenen
Kindes indiziert ist. Da in Einzelfällen auch ein
Keimzellmosaik beobachtet wurde, kann auch eine
Pränataldiagnostik bei fehlendem mütterlichen
Mutationsnachweis indiziert sein. Bei wenigen
Patienten mit einer nicht-klassischen Form des RettSyndroms mit früh einsetzenden Krampfanfällen wurden Mutationen im CDKL5-Gen gefunden (s. RettSyndrom, atypisch, frühkindliche Epilepsie).
Indikation
Mädchen mit V.a. Rett-Syndrom, männliche Säuglinge
mit unklarer, schwerer Enzephalopathie, Mütter von
betroffenen Kindern mit nachgewiesener Mutation
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Rett-Syndrom (ICD-10 Code: [F84.2])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche MECP2-Gen
und/oder
Stufe II: MLPA-Analyse MECP2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 4 Exons des
MECP2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse der chromosomalen Region Xq28, die u.a. das
MECP2-Gen enthält, auf das Vorhandensein von
Deletionen oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2-3 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Temudo et al, Brain Dev 33:69 (2011) / Psoni et al, Pediatr Res
67:551 (2010) / Saunders et al, Am J Med Genet A 149A:1019
(2009) / Hite et al, Biochem Cell Biol 87:219 (2009) / Ghosh et
al, J Biol Chem 283:20523 (2008) / Williamson et
Christodoulou, Eur J Hum Genet 14:896 (2006) / Bienvenu et
Chelly, Nat Rev Genet 7:415 (2006), Erratum in: 7:583 (2006)
/ Weaving et al, Clin Genet 69:1 (2006) / Wan et al, Am J Hum
Genet 65:1520 (1999) / Rett, Wien Med Wschr, 116:723
(1966)
Rett-Syndrom, atypisch, frühkindliche
Epilepsie [F84.9]
OMIM-Nummer: 312750, 300203 (CDKL5)
Dr. rer. biol. hum. Soheyla Chahrokh-Zadeh
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das atypische Rett-Syndrom ist eine X-chromosomaldominante Erkrankung, die erstmals 1985 bei einem
Mädchen mit BNS-Krämpfen und mit einer im späteren Verlauf dem klassischen Rett-Syndrom sehr ähnlichen Klinik beschrieben wurde. In der Literatur
waren bis 2009 43 Patienten charakterisiert, die alle
hauptsächlich durch eine früh einsetzende therapieresistente Epilepsie und einer späteren schweren
psychomotorischen Entwicklungsretardierung gekennzeichnet sind. Neben den BNS-Anfällen kommen auch
andere Anfallsformen vor; das EEG ist nicht typisch,
sondern abhängig von Alter und der Anfallsform.
Anders als beim Rett-Syndrom gibt es keine Anfangsphase mit scheinbar normaler Entwicklung.
Die diagnostischen Kriterien nach Artuso et al. (2009)
sind folgende:
- unauffällige pränatale Entwicklung
- Reizbarkeit, Vigilanzstörung und Saugschwäche in
der frühen postnatalen Phase vor Beginn der
ersten epileptischen Anfälle
- frühkindliche Epilepsie mit Beginn zwischen der
ersten Woche und dem fünften Monat
- stereotype Handbewegungen
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
- schwere psychomotorische Entwicklungsretardierung
- schwere Hypotonie
Seit 2005 ist bekannnt, dass Mutationen im CDKL5Gen (Xp22) für dieses atypische Rett-Syndrom ursächlich sind. Das CDKL5-Gen codiert für das Cyclin
Dependent Kinase-like 5 Protein, das zusammen mit
dem Methyl-CpG-Binding Protein 2 (MECP2) eine
wichtige Rolle in der Regulation der Genexpression
durch Methylierung spielt. Mutationen im CDKL5-Gen
führen zur fehlerhaften Regulierung der Expression
von verschiedenen Genen.
Indikation
Mädchen mit frühkindlicher Epilepsie und RettSyndrom ähnlicher Klinik, Mütter von betroffenen
Kindern mit nachgewiesener Mutation
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Rett-Syndrom atypisch
(ICD-10 Code: [F84.9])
Auftrag: Mutationssuche und MLPA-Analyse CDKL5Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons
des CDKL5-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert. Anschließend wird eine quantitative Analyse des
CDKL5-Gens auf das Vorhandensein von Deletionen
oder Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
3-6 Wochen
Literatur
Artuso et al, Brain Dev 32:17 (2010) / Psoni et al, Eur J
Paediatr Neurol 14:188 (2010) / Saletti et al, Am J Med Genet
A 149A:1046 / Grosso et al, Brain Dev 29:239 (2007) / Bertani
et al, J Biol Chem 42:32048 (2006) / Archer et al, J Med Genet
43:729 (2006) / Evans et al, Eur J Hum Genet 13:1113 (2005)
/ Scala et al, J Med Genet 42:103 (2005) / Weaving et al, Am J
Hum Genet 75:1079 (2004) / Goutieres et al, Am J Med Genet
Suppl 1:183 (1986) / Hanefeld, Brain Dev 7:320 (1985)
240
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Saethre-Chotzen-Syndrom (SCS) [Q75.0]
OMIM-Nummer: 101400, 601622 (TWIST1)
Dr. med. Imma Rost, Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das autosomal-dominant vererbte SCS gehört zur
Familie der Kraniosynostosen. Betroffen ist meist die
Koronarnaht mit der Konsequenz einer Brachyzephalie
oder, bei einseitigem Auftreten, einer Plagiozephalie.
Oft sind ein tiefer Stirnhaaransatz, eine Ptosis,
Hypertelorismus und Mittelgesichtshypoplasie sowie
kleine, nach hinten rotierte Ohrmuscheln zu beobachten. Auffälligkeiten an den Extremitäten sind gelegentlich Brachydaktylie und partielle Syndaktylie, v.a.
zwischen den Fingern 2 und 3, sowie verbreiterte
Großzehen, gelegentlich mit Spaltbildung der
Endphalanx. In den meisten Fällen ist die geistige
Entwicklung nicht beeinträchtigt. Wie bei einigen
anderen Kraniosynostose-Syndromen besteht allerdings auch beim SCS das Risiko einer intrakraniellen
Druckerhöhung. Es besteht eine erhebliche
Variabilität, auch intrafamiliär bei Trägern der gleichen Mutation. Die klinische Überschneidung mit
anderen Kraniosynostose-Syndromen ist groß, v.a. mit
dem Muenke-Syndrom.
Das SCS wird verursacht durch Mutationen im
TWIST1-Gen, das für einen Transkriptionsfaktor
codiert, der u.a. für die Entwicklung mesodermaler
Strukturen von Bedeutung ist. Es wurden zahlreiche
verschiedene Mutationen im TWIST1-Gen – einschließlich kompletter Deletionen – gefunden.
Indikation
V.a. SCS und DD Kraniosynostosen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Saethre-Chotzen-Syndrom
(ICD-10 Code: [Q75.0])
Auftrag: Mutationssuche TWIST1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird Exon 1 des
TWIST1-Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des TWIST1-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Material
1 ml EDTA-Blut
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Seto et al, Am J Med Genet 143A:678 (2007) / Kress et al, Eur
J Hum Genet 14:39 (2006) / Chun et al, Am J Med Genet
110:136 (2002) / Chotzen, Mschr Kinderheilk 55:97 (1932) /
Saethre, Dtsch Z Nervenheilk 119:533 (1931)
Sichelzellanämie (SA) [D57.0], [D57.3]
OMIM-Nummer: 603903, 141900 (HBB)
Dipl.- Biol. Birgit Busse, Dipl.-Biol Wolfgang Rupprecht
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Sichelzellanämie, neben α-Thalassämie die häufigste Hämoglobinopathie, ist besonders verbreitet in
West- und Ost-Afrika, Saudi-Arabien, Iran, Zentralindien und Nordmalaysia. Wie auch bei den
Thalassämien stimmt die geographische Ausbreitung
der Erkrankung mit den Endemiegebieten der Malaria
weitgehend überein. Das vorherrschende HbS
(Hämoglobin S) bildet nach Sauerstoffabgabe, unter
Sauerstoffmangel oder bei Azidose Aggregate,
wodurch die Erythrozyten an Plastizität verlieren und
eine sichelartige Form annehmen. HbS-Erythrozyten
sind weitgehend resistent gegen Malaria-Plasmodien,
wodurch sich ein Selektionsvorteil und die Häufigkeit
der heterozygoten Anlageträger in den betroffenen
Ländern erklärt. Sichelzellen können in den kleineren
Blutgefäßen verklumpen und so zu Infarzierungen verschiedener Organe mit z.T. heftigen Schmerzattacken
führen. Häufig sind Milzinfarkte, die über einen längeren Verlauf zur Fibrosierung und Schrumpfung führen.
Durch den Funktionsverlust der Milz sind die
Patienten erheblich infektionsgefährdet. Außerdem
werden die veränderten Zellen vermehrt in Leber und
Milz abgefangen und abgebaut, was zu einer chronisch-hämolytischen Anämie führt.
Die ersten Symptome treten bereits im Alter von
wenigen Monaten auf, wenn an die Stelle des HbF
zunehmend das HbA0 treten sollte, das bei
Betroffenen durch HbS ersetzt wird. Eine Persistenz
des HbF bzw. ein hoher bleibender HbF-Gehalt (über
10%) hat eine protektive Wirkung, was durch
Medikamente, die den HbF-Gehalt des Blutes steigern, auch therapeutisch genutzt wird. Außerdem
werden Transfusionen verabreicht. Eine kausale
Therapie ist bisher nur durch eine Knochenmarktransplantation möglich. Die Sichelzellanämie folgt
einem autosomal-rezessiven Erbgang, weswegen die
Symptome nur bei Homozygotie für das HbS (homozygote Sichelzellkrankheit, HbSS) oder bei CompoundHeterozygotie von HbS mit ß-Thalassämie bzw. anderen Varianten des ß-Globins auftreten. Die molekulargenetische Ursache der Sichelzellanämie liegt in einer
Mutation im ß-Globin-Gen (HBB), durch die die
Aminosäure Glutaminsäure an Position 6 des Proteins
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
durch Valin ersetzt wird.
Die Prävalenz von Hämoglobinopathien korreliert mit der
Verbreitung von Malaria in den tropischen Breiten
Afrikas, Asiens und Südamerikas (rot schraffierte
Bereiche). Der Grund liegt in der weitgehenden Resistenz
der atypischen Erythrozyten gegenüber dem Malariaerreger, wodurch sich ein gewisser Selektionsvorteil
ergibt.
Indikation
V.a. und DD Sichelzellanämie
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Sichelzellanämie
(ICD-10 Code: [D57.0], [D57.3])
Auftrag:
Stufe I: Blutbild, Hb-Differenzierung
und/oder
Stufe II: HBB-E6V Mutationsnachweis
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I (Hämatologie): Blutbild, Hb-Differenzierung
Stufe II (Molekulargenetik): Aus genomischer DNA
wird Exon 1 des HBB-Gens sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 1 Woche
Stufe II: 2 Wochen
Literatur
Bunn, Blood 121:20 (2013) / Steinberg et Sebastiani, Am J
Hematol 87:795 (2012) / Steinberg, ScientificWorldJournal
8:1295 (2008) / de Montalembert, BMJ 337:a1397 (2008) /
Hagar et Vichinsky, Br J Haematol 141:346 (2008) / Kutlar,
Hematology 10:92 (2005) / Gladwin, Blood 106:2925 (2005) /
Ashley-Koch et al, Am J Epidemiol 151:839 (2000) / Old et al,
Lancet II:1413 (1982)
242
Silver-Russell-Syndrom (SRS) [Q87.1]
OMIM-Nummer: 180860, 103280 (H19), 147470 (IGF2)
Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Silver-Russell-Syndrom (SRS) ist durch einen primordialen Minderwuchs gekennzeichnet. Weitere
Merkmale sind Körperasymmetrien, eine relative
Makrozephalie mit dreieckiger Gesichtsform, nach
abwärts zeigende Mundwinkel, eine Brachy-und/oder
Klinodaktylie des 5. Fingers, bei ca. 25% Café-au-laitFlecken. Radiologisch finden sich bei ca. 50% ein verzögertes Knochenalter sowie Pseudo- und Zapfenepiphysen. Die motorische und mentale Entwicklung
können leicht verzögert sein. Die Erwachsenengröße
wird für Männer mit knapp über 150 cm, für Frauen
mit ca. 140 cm angegeben.
Die Ursache des SRS ist heterogen. Die meisten Fälle
treten sporadisch, d.h. als Einzelfälle in der Familie
auf, es wurden aber auch familiäre Fälle mit unterschiedlichen Erbgängen beschrieben. Da vereinzelt
chromosomale Ursachen festgestellt wurden, ist bei
V.a. SRS eine Chromosomenanalyse oder Array-CGH
indiziert. Bei ca. 10% der Patienten liegt eine maternale Uniparentale Disomie (UPD) 7 vor, d.h. beide
Chromosomen 7 (oder Anteile davon) wurden von der
Mutter, keines vom Vater vererbt. Die Wachstumsstörung entsteht vermutlich durch Gene auf dem
Chromosom 7, die dem Genomic Imprinting unterliegen und mit Wachstumskontrolle zu tun haben. Die
mit ca. 38% häufigste Ursache sind epigenetische
Veränderungen in 11p15; dieser Chromosomenbereich unterliegt ebenfalls dem Genomic imprinting.
Entgegengesetzte epigenetische Veränderungen in
11p15 verursachen das mit Großwuchs einhergehende Beckwith-Wiedemann-Syndrom.
Indikation
V.a. und DD SRS bzw. primordialer Minderwuchs
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Silver-Russell-Syndrom
(ICD-10 Code: [Q87.1])
Auftrag:
Stufe I: Chromosomenanalyse bei V.a. SRS, humangenetisches Gutachten
und/oder
Stufe II: Molekulargenetische Untersuchung bei V.a.
SRS, humangenetisches Gutachten
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
Stufe I: 2 ml Heparin-Blut
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Stufe II: F 5 ml EDTA-Blut und ggf. Mundschleimhautabstrich vom Patienten, je 5ml EDTA-Blut der Eltern
Methode F
Stufe I: aus Heparin-Blut werden nach Kultivierung
Chromosomen präpariert, gefärbt und ausgewertet
(konventionelle Chromosomenanalyse)
Stufe II: (Fremduntersuchung) Molekulargenetische
Untersuchung auf epigenetische Veränderungen in
Chromosom 7 und 11p15
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 6 Wochen
Literatur:
Eggermann T, Am J Med Genet 154C:355 (2010) / Eggermann
et al, Horm Res 71:30 (2009) / Eggermann et al, J Med Genet
43:615 (2006)/ Eggermann et al, Monatsschrift Kinderheilkd
153:264 (2005) / Eggermann et al, Eur J Pediatr 161:305
(2002) / Bernard et al, Am J Med Genet 87:230 (1999)
Smith-Lemli-Opitz-Syndrom [Q87.1]
OMIM-Nummer: 270400, 602858 (DHCR7)
Dipl.-Biol. Birgit Busse, Dipl.-Biol. Wolfgang Rupprecht
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Smith-Lemli-Opitz-Syndrom ist je nach Schweregrad gekennzeichnet durch eine breit gefächerte
Symptomatik mit Dysmorphiezeichen (Mikrozephalie,
„Mittelliniendefekt“, Mikroretrognathie, tiefsitzende
Ohren, Blepharoptose, Syndaktylie der 2. und 3.
Zehe), psychomotorischer Retardierung, Minderwuchs sowie Fehlbildungen wie Herzfehler und (LK)GSpalten. Betroffene Jungen können darüber hinaus
durch Genitalfehlbildungen auffallen (z.B. Hypospadie).
Die molekulare Ursache findet sich in einer Störung
des letzten Schrittes im Syntheseweg des Cholesterins
wodurch es zur Anreicherung von 7-Dehydrocholesterin (und seinem Isomer 8-Dehydrocholesterin)
kommt. Da die herkömmliche enzymatische
Cholesterinbestimmung Cholesterin nicht von 7Dehydrocholesterin differenzieren kann, erfolgt der
biochemische Nachweis des SLOS über Gaschromatographie/Massenspektrometrie. Ein erhöhtes Dehydrocholesterin/Cholesterin-Verhältnis ist dabei hinweisgebend für das SLOS.
Die Vererbung des SLOS folgt einem autosomal-rezessiven Erbgang. Die Prävalenz liegt bei 1:10.000 bis
H3C
CH3
CH3
CH3
NADPH
1:30.000. Mutationen im DHCR7-Gen, welches für das
Enzym 7-Dehydrocholesterin-Reduktase codiert, führen zum Verlust der Enzymaktivität und somit zum
Ausfall des letzten Schrittes in der Cholesterinsynthese.
Die häufigste Mutation (c.964-1G>C) liegt in Intron 8
des DHCR7-Gens. Sie lässt sich bei ca. 30% aller
Patienten nachweisen. Art der Mutation und
Mutationsort beeinflussen den Schweregrad des
SLOS. Eine eindeutige Genotyp-Phänotyp-Korrelation
ist jedoch nicht immer gegeben, so dass Patienten mit
den gleichen Mutationen unterschiedlich stark betroffen sein können. Daher werden weitere Faktoren
diskutiert, die Einfluss auf den Phänotyp haben. In
einer Studie von 2004 konnte ein Zusammenhang zwischen maternalem ApoE-Genotyp und dem Schweregrad bei Patienten mit SLOS nachgewiesen werden.
Indikationen
V.a. Smith-Lemli-Opitz-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Smith-Lemli-Opitz-Syndrom
(ICD-10 Code: [Q87.1])
Auftrag: Mutationssuche DHCR7-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons
des DHCR7-Gens sequenziert.
Dauer der Untersuchung
ca. 2-3 Wochen
Literatur
Corso et al, Clin Chem Lab Med 12:2039 (2011) / DeBarber et
al, Expert Rev Mol Med 13:e24 (2011) / Yu et Patel, Clin Genet
68:383 (2005) / Witsch-Baumgartner et al, J Med Genet
41:577 (2004) / Witsch-Baumgartner et al, Am J Hum Genet
66:402 (2000) / Waterham et al, Am J Hum Genet 63:329
(1998) / Wassif et al, Am J Hum Genet 63:55 (1998) / Fitzky et
al, Proc Natl Acad Sci 95:8181 (1998)
H3C
CH3
NADP+
CH3
CH3
CH3
CH3
7-Dehydrocholesterin-Reduktase
HO
HO
Funktion der 7-Dehydrocholesterin-Reduktase im Syntheseweg des Cholesterins.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Sotos-Syndrom [Q87.3]
OMIM-Nummer: 117550, 606681 (NSD1)
Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Sotos-Syndrom ist ein kindliches GroßwuchsSyndrom mit Makrozephalie, charakteristischen
kraniofazialen Merkmalen, einer leichten mentalen
Retardierung (IQ durchschnittlich 76), häufig einem
vorgereiften Knochenalter und einer normalen Größe
im Erwachsenenalter. Die Kopfform ist schmal und
lang (dolichozephal), die Stirn hoch und breit mit v.a.
seitlich zurückweichendem Stirnhaaransatz, das Kinn
betont und spitz. Der Augenabstand wirkt verbreitert,
die Lidachsen verlaufen nach außen unten. Der
Gaumen ist spitzbogig und hoch. Hände und Füße sind
groß, die Gelenke oft überstreckbar. Im Säuglingsalter
treten gehäuft Ernährungsprobleme auf. Etwa 50%
der Kinder haben Krampfanfälle, in der Hälfte bei
Fieber. Angeborene Fehlbildungen wie Herzfehler
sind selten. Es wird über eine etwas erhöhte
Tumorrate berichtet, wobei verschiedene Gewebe
betroffen sind. Im Verhalten wird oft gesteigerte
Ängstlichkeit, aber auch Hyperaktivität und
Aggressivität beschrieben. Ursache für das SotosSyndrom sind in 75-90% Mutationen oder Deletionen
im NSD1-Gen (nuclear-receptor-binding-SET-domaincontaining protein 1) in 5q35, wobei Patienten in
Mitteleuropa und USA zu 60 bis 80% Mutationen, zu
ca. 10% Deletionen tragen, bei japanischen Patienten
werden in über 50% Mikrodeletionen als Ursache
gefunden. Die Häufigkeit des Sotos-Syndroms wird auf
1:10.000 bis 1:50.000 geschätzt. Das Wiederholungsrisiko für Geschwister ist gering, da die Mutationen
bzw. Deletionen meist neu entstehen.
Indikation
V.a. Sotos-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Sotos-Syndrom
(ICD-10 Code: [Q87.3])
Auftrag: Molekulargenetische Diagnostik bei V.a.
Sotos-Syndrom, Humangenetisches Gutachten
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
2 ml Heparin-Blut (nur bei FISH-Analyse)
Methode F
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons des NSD1-Gens einschließlich Spleißstellen
244
sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des NSD1-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 4-6 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Leventopoulos et al, Pediatr Neurol 40:357 (2009) / TattonBrown et al, Eur J Hum Genet 15:264 (2007) / Baujat et al,
Orphanet Journal of rare diseases 2:36 (2007) / Visser et al,
Am J Hum Genet 76:52 (2005) / Rio et al, J Med Genet 40:436
(2003) / Kurotaki et al, Nat Genet 30:365 (2002)
Sphärozytose [D58.0]
OMIM-Nummer: 182900, 612641 (ANK1), 612653,
109270 (SLC4A1), 182870 (SPTB), 612690, 177070
(EPB42), 270970, 182860 (SPTA1)
Dipl.-Biol. Birgit Busse, Dipl.-Biol. Wolfgang Rupprecht
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die hereditäre Sphärozytose (HS) ist die häufigste
Ursache einer kongenitalen hämolytischen Anämie
bei Kaukasiern. Die Prävalenz liegt bei ca. 1:2.000 bis
1:5.000. Die molekulare Ursache liegt in einem Defekt
der Erythrozytenmembranproteine, die bei der
Stabilisierung und Organisation der Plasmamembran
eine zentrale Rolle spielen. Ein Defekt in diesem
Netzwerk führt zu einem Formverlust der
Erythrozyten (Sphärozyten, Kugelzellen) und zu einer
erhöhten Membranpermeabilität, gesteigerter
Glykolyse und erhöhtem ATP-Umsatz. Die
Sphärozyten werden frühzeitig über die Milz wieder
aus dem Blutkreislauf entfernt.
Bei der hereditären Sphärozytose handelt es sich um
ein klinisch, biochemisch und genetisch heterogenes
Krankheitsbild. Betroffene zeigen hauptsächlich eine
normozytäre hämolytische Anämie, Ikterus und
Splenomegalie. Häufig finden sich auch Gallensteine.
Die Klinik kann stark variieren von einer asymptomatischen Form bis hin zu einer schweren lebensbedrohlichen Anämie, die durch Transfusionen und
Splenektomie behandelt werden muss.
Die Vererbung kann sowohl autosomal-dominant als
auch rezessiv erfolgen, wobei ca. 2/3 aller Fälle einen
dominanten Erbgang aufweisen. In Nordeuropa findet
man bei bis zu 65% der Patienten Mutationen im
ANK1-Gen, welches für das Protein Ankyrin-1 codiert.
Frameshift- bzw. Stopp-Mutationen führen dabei in
der Regel zu einem dominanten Phänotyp und
Missense- und Promotormutationen zu einem rezessiven Phänotyp. Als zweithäufigste Ursache sind
Mutationen im SLC4A1-Gen beschrieben, die zu
einem Defekt des Protein-Band-3 führen. Die
Vererbung erfolgt autosomal dominant. Desweiteren
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Parameter
(obligate Bestimmung)
Familienanamnese
Splenomegalie
Blutbild automatisch
Blutausstrich mikroskopisch
gesteigerte Hämolyse
Coombs Test
Spezifizierung
Bewertung
(als diagnostisches Kriterium)
- autosomal dominant oder rezessiv
fakultativ
- körperliche Untersuchung
- Sonographie
fakultativ
- Sphärozyten
- Anisozytose
obligatorisch
fakultativ
- Anämie
- MCHC >35g/dl
- Anisozytose (RDW >15,5%)
- pathologische Erythrozytenindizes
fakultativ
fakultativ
fakultativ
fakultativ
- Retikulozyten unterschiedlich erhöht
- indirektes Bilirubin erhöht
- LDH erhöht
- Haptoglobin nicht nachweisbar (ab 3-6 Mo.)
mindestens 2 Parameter obligatorisch
- negativ
obligatorisch
Diagnostik bei Verdacht auf hereditäre Sphärozytose (modifiziert nach Leitlinie der Arbeitsgemeinschaft der
Wissenschaftlichen Medizinischen Fachgesellschaften. S1-Leitlinie: Hereditäre Sphärozytose
(Autor Prof. Stefan W. Eber AWMF 025/018 11/2010))
Anteil an Patienten
Hämoglobin
Retikulozyten
leichte HS
mittelschwere HS
schwere HS
sehr schwere HS
25-33%
60-70%
ca. 10%
3-4%
1,5-6%
≥6%
≥10% (meist >15%)
11-15 g/dl
Bilirubin (mg/dl)
1-2 mg/dl
Transfusionen
0-1
Sphärozyten u.a. im
Blutausstrich
oft nur vereinzelt
8-11g/dl
≥2 mg/dl
6-8 g/dl
deutlich vermehrt
0-2
<6 g/dl
≥10%
>2-3 mg/dl
≥3 mg/dl
≥3
regelmäßig
deutlich vermehrt
Mikrosphärozyten und
Poikilozyten
Übersicht Schweregrade der hereditäre Sphärozytose (modifiziert nach Leitlinie der Arbeitsgemeinschaft
der Wissenschaftlichen Medizinischen Fachgesellschaften. S1-Leitlinie: Hereditäre Sphärozytose
(Autor Prof. Stefan W. Eber AWMF 025/018 11/2010))
Protein (Gen)
Patienten mit HS
Erbgang
Schweregrad
Ankyrin-1 (ANK1)
USA und Europa 40-65%;
Japan 5-10%
autosomal dominant und
rezessiv, de novo
mild bis moderat
α-Spectrin (SPTA1)
<5%
autosomal rezessiv
Protein 4.2 (EPB42)
USA und Europa <5%;
Japan 45-50%
Band 3 (SLC4A1)
β-Spectrin (SPTB)
20-35%
15-30%
autosomal dominant
mild bis moderat
autosomal dominant,
de novo
mild bis moderat
autosomal rezessiv
schwer
mild bis moderat
Verteilung der Mutationen, Erbgang und Schweregrad bei der hereditären Sphärozytose
(modifiziert nach Perrota et al. 2008, Lancet 372:1411-26)
sind in ca. 15-30% Mutationen im β-Spectrin beschrieben, welches durch das SPTB-Gen codiert wird. In selteneren Fällen sind das α-Spectrin oder das Protein
4.2 betroffen mit einem Anteil von jeweils unter 5%.
Indikation
V.a. Sphärozytose
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245
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Sphärozytose (ICD-10 Code: [D58.0])
Auftrag: Mutationssuche ANK1-/SLC4A1-/SPTB/EPB42-/SPTA1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle codierenden Exons
und ggf. regulatorische Bereiche des entsprechenden
Gens sequenziert. Es besteht die Möglichkeit einer
erweiterten Diagnostik mittels Next Generation
Sequencing (siehe Kapitel Neue Technologien, nach
Rücksprache, derzeit keine Regelleistung der gesetzlichen Krankenkassen).
Dauer der Untersuchung
bei Stufendiagnostik pro Gen 2-6 Wochen
Literatur
Barcellini et al, Blood Transfus. 9:274 (2011) / Satchwell et al,
Blood Cells Mol Dis. 42:201 (2009) / Tavazzi et al, Pediatr Ann.
37:303 (2008) / An et Mohandas, Br J Haematol. 141:367 (2008)
/ Bennett et Healy, Trends Mol Med. 14:28 (2008) / Delaunay,
Blood Rev. 21:1 (2007) / Bolton-Maggs et al, Br J Haematol
126:455 (2004) / Shah et Vega, Pediatr Rev. 25:168 (2004)
Spondyloepiphysäre Dysplasie (SED) [Q78.9]
OMIM-Nummer: 183900, 120140 (COL2A1)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei SED handelt es sich um eine seltene autosomaldominant vererbte Typ-II-Kollagenerkrankung.
Betroffene Kinder sind kleinwüchsig, haben Klumpfüße, ein flaches Gesicht und weit auseinanderstehende Augen. Der Kopf ruht scheinbar direkt auf dem
Rumpf. Der Thorax zeigt oft faßförmige Deformierungen. Die Extremitäten sind kurz, aber relativ
lang im Verhältnis zum Oberkörper. Myopie tritt in 40
% der Fälle auf, eine Ablösung der Retina ist möglich.
Die Größe im Erwachsenenalter variiert zwischen 85 135 cm. Röntgenbilder zeigen klassischerweise eine
verzögerte Ossifikation.
In der Regel wird SED durch Mutationen im COL2A1Gen verursacht, die zu einem Mangel an Typ-IIKollagen führen. Durch die Mutationen kommt es
meist zum Austausch der Aminosäure Glycin durch
Serin. Falls Glycin durch eine andere Aminosäure als
Serin substituiert ist, kommt es zur Ausbildung eines
schwereren Phänotyps.
246
Indikation
V.a. und DD SED, Neugeborene und Kinder mit entsprechenden Dysmorphiezeichen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: SED (ICD-10 Code: [Q78.9])
Auftrag: Mutationssuche COL2A1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 54 Exons des
COL2A1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
4 Wochen
Literatur
van der Zwaag et al, Hum Mutat 30:1278 (2010) / Hoornaert
et al, J Med Genet 43:406 (2006) / Nishimura et al, Hum
Mutat 26:36 (2005) / Unger et al, Am J Med Genet 104:140
(2001) / Winterpracht et al, Hum Genet 95:437 (1995) /
Ritvaniemi et al, Hum Mutat 3:261 (1994)
Stickler-Syndrom [87.8]
OMIM-Nummer: 108300, 120140 (COL2A1), 604841,
120280 (COL11A1), 184840, 120290 (COL11A2)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Stickler-Syndrom (STL) wird autosomal-dominant
vererbt und zählt zu den Kollagen-Typ-II-Erkrankungen.
Bisher sind über 300 Fälle beschrieben, die Inzidenz
wird auf ca. 1:10.000 geschätzt. Charakteristisch sind
insbesondere Mittelgesichtshypoplasie (bis zu 100%
der Fälle), schwere Sehstörungen durch Myopie
(>90%) z.T. bereits bei Neugeborenen, Katarakt und
Netzhautablösung (60% der Fälle) bereits im ersten
Lebensjahrzehnt, Gaumenspalte (41%), Pierre-RobinSequenz (23%) sowie Gelenkbeschwerden. Darüber
hinaus besteht eine Disposition für Mitralklappenprolaps (40-50% der Fälle) und Taubheit (10-50% der
Fälle).
Die häufigste Form des Stickler-Syndroms ist der Typ
1, der auf Mutationen im COL2A1-Gen zurückzuführen ist. Durchschnittlich können in 75% der STL-Fälle
Mutationen im COL2A1-Gen nachgewiesen werden.
Bei Patienten mit charakteristischen membranösen
Veränderungen des Glaskörpers, die in ca. 60% der
Fälle mittels Spaltlampe identifiziert werden können,
beträgt die Sensitivität der COL2A1-Sequenzierung ca.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
94%. Deletionen in der Größe einzelner Exons bis zum
gesamten Gen, sind in maximal 1% der STL1-Fälle
ursächlich (Hoornaert et al. 2010, Eur J Hum Genet
18:872). Wesentlich seltener sind Stickler-Syndrom
Typ 2 und Typ 3, die mit Mutationen im COL11A1bzw. COL11A2-Gen verbunden sind. Das STL2, das
ungefähr 6% aller STL-Fälle ausmacht, unterscheidet
sich klinisch kaum vom STL1. Allerdings zeigen sich
beim STL2 perlenschnurartige Veränderungen am
Glaskörper. Die Abgrenzung des STL2 vom MarshallSyndrom, das unter anderem durch die früh beginnende Taubheit und betontere faziale Merkmale
gekennzeichnet ist und ebenfalls auf Mutationen im
COL11A1-Gen beruht, ist z.T. schwierig. Beim sehr seltenen Stickler-Syndrom Typ 3 sind das Fehlen der
Augensymptomatik und Mutationen im COL11A2-Gen
charakteristisch.
Indikation
V.a. und DD Stickler-Syndrom, Neugeborene und
Kinder mit entsprechender Klinik und Dysmorphiezeichen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: STD (ICD-10 Code: [Q87.8])
Auftrag: Stickler-Syndrom Typ 1
Stufe I: Mutationssuche COL2A1-Gen
ggfs.
Stufe II: MLPA COL2A1-Gen
ggfs.
Stickler-Syndrom Typ 2
Stufe I: Mutationssuche COL11A1-Gen
ggfs.
Stufe II: MLPA COL11A1-Gen
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des COL11A1-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Stickler-Syndrom Typ 3
Aus genomischer DNA werden alle 66 Exons des
COL11A2-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stickler-Syndrom Typ 1
Stufe I: 4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Stickler-Syndrom Typ 2: 4 Wochen
Stickler-Syndrom Typ 3: 4 Wochen
Literatur
Vijzelaar et al, BMC Med Gen 14:48 (2013) / Hoornaert et al,
Eur J Hum Genet 18:872 (2010); Richards et al, Hum Mutat
31:E1461 (2010) / Zechi-Ceide et al, Eur J Med Genet. 51:183
(2008) / Majava et al, Am J Hum Genet A 143A:258 (2007) /
Richards et al, Hum Mutat 27:696 (2006) / Nishimura et al,
Hum Mutat 26:36 (2005) / Stickler et al, Genet Med 3:19
(2001) / Richards et al, Br J Ophthalmol 84:364 (2000) / Freddi
et al, Am J Med Genet 28:398 (2000) / Ballo et al, Am J Med
Genet 80:6 (1998) / Korkko et al, Am J Hum Genet 53:55
(1993)
Stickler-Syndrom Typ 3:
Mutationssuche COL11A2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stickler-Syndrom Typ 1
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 54 Exons
des COL2A1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des COL2A1-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Stickler-Syndrom Typ 2
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 68 Exons
des COL11A1-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Tangier Erkrankung (TGD) [E78.6]
OMIM-Nummer: 205400, 600046 (ABCA1)
Dr. med. Hanns-Georg Klein
Wissenschaftlicher Hintergrund
Tangier-Erkrankung ist eine seltene autosomal-rezessiv
vererbte Erkrankung des Stoffwechsels der Highdensity Lipoproteine (HDL), die durch ein Fehlen von
reifen HDL-Partikeln im Plasma und Lipidablagerungen
in verschiedenen parenchymatösen Organen gekennzeichnet ist. Charakteristisch sind die orangefarbenen,
hyperplastischen Tonsillen, eine Splenomegalie und
rezidivierende Neuropathien. Tangier Patienten
haben ein moderat erhöhtes Koronarrisiko.
Die Erkrankung wird durch Mutationen im ABCA1Gen (ATP-binding Cassette Transporter 1) verursacht,
einem Membranprotein, welches am Cholesterin- und
Phospholipid-Efflux aus der Zelle beteiligt ist. Durch
die ABCA1-Fehlfunktion können nascente HDLPartikel nicht ausreichend Cholesterin und Phosholipide von peripheren Zellen aufnehmen und werden
rasch verstoffwechselt. Weitere monogene
Erkrankungen, die zu einer Reifungsstörung der HDLPartikel führen und daher mit HDL-Mangel
(Hypoalphalipoproteinämie) einhergehen (HDL-C < 10
mg/dl) sind Lecithin-Cholesterin Acyltransferase
(LCAT)-Defizienz, partielle LCAT-Defizienz (Fish Eye
Disease) und Apolipoprotein A-I (Apo A-I)-Defizienz.
Apo A-I-Defizienz ist zudem mit einem erhöhten Risiko
für KHK assoziiert.
Indikation
V.a. und DD Tangier Erkrankung
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Tangier Erkrankung (ICD-10 Code: [E78.6])
Auftrag: Mutationssuche ABCA1-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode F
Aus genomischer DNA werden alle 49 Exons des
ABCA1-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
6 Wochen
Literatur
Rader et deGoma, J Clin Endocrinol Metab 97:3399 (2012) /
Parks et al, Curr Opin Lipidol 23:196 (2012) / Fitzgerald et al,
248
Atherosclerosis 211:361 (2010) / Iatan et al, Curr Artheroscler
Rep 10:413 (2008) / Singaraja et al, Circ Res 99:389 (2006) /
Kaminski et al, Biochim Biophys Acta 1762:510 (2006) /
Alrasadi et al, Atherosclerosis 188:281 (2006) / Srivastava,
Mol Cell Biochem 237:155 (2002) / Wang et al, J Biol Chem
276:23742 (2001) / Rust et al, Nat Genet 22:352 (1999) /
Bodzioch / et al, Nat Genet 22:347 (1999) / Brooks-Wilson et
al, Nat Genet 22:336 (1999) / Rust et al, Nat Genet 20:96
(1998)
Thanatophore Dysplasie (TD) [Q77.1]
OMIM-Nummer: 187600 (TD1), 187601 (TD2), 134934
(FGFR3)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl.-Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Thanatophore Dysplasie (TD) ist eine Erkrankung
mit autosomal-dominantem Erbgang (bzw. durch
dominante Neumutationen verursacht) und einer
Inzidenz von 1 : 20.000 - 40.000. Die TD ist damit eine
der häufigeren Formen letaler Skelettdysplasien.
Klinisch ist die Erkrankung durch schweren disproportionierten Kleinwuchs mit rhizomel verkürzten
Extremitäten, einem sehr schmalen Thorax sowie
Makrocephalus (evtl. Kleeblattschädel) charakterisiert. Betroffene Kinder sterben meist in den ersten
Lebensstunden, jedoch gibt es Patienten, die mehrere
Jahre alt werden.
Die Thanatophore Dysplasie wird in zwei Subtypen
unterteilt:
- Typ 1 (TD1): kurze, gebogene Oberschenkelknochen ("Telefonhörerform" des Femurs)
- Typ 2 (TD2): gerade, relativ lange Femurform,
mehr oder weniger stark ausgeprägte
Kleeblattdeformation des Schädels
Die Erkrankung wird durch Mutationen im FGFR3-Gen
(Fibroblasten-Wachstums-Faktor-Rezeptor 3) verursacht. Etwa 50% der TD1-Erkrankungsfälle werden
durch die Mutation R248C im FGFR3-Gen verursacht.
In weiteren 20% der TD1-Fälle wird die zweithäufigste
Mutation, FGFR3-Y373C, nachgewiesen. Homozygotie
für eine mit Achondroplasie assoziierte Mutation
führt ebenfalls zum Phänotyp einer TD.
Die einzige relevante Mutation bei der TD2 (FGFR3K650E) ist in nahezu allen TD2-Fällen nachweisbar. Im
selben Codon des FGFR3-Gens können allerdings auch
Mutationen auftreten, die mit einer weniger schwerwiegenden Erkrankungsform, der SADDAN-Dysplasie,
oder mit der mildesten Ausprägung der FGFR3Erkrankungen, der Hypochondroplasie, assoziiert
sind. Dies lässt darauf schließen, dass es in Abhängigkeit vom Aminosäureaustausch zu einer unterschiedlich starken Veränderung der Tyrosinkinaseaktivität
des Rezeptors kommt (Genotyp-Phänotyp-Beziehung).
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Foldynova-Trantirkova et al Hum Mutat 33:29 (2012) /
Martinez-Frias et al, Am J Med Genet Part A 152A:245 (2009)
/ Lievens et al, J Biol Chem 279:43254 (2004) / Zabel, medgen
16:8 (2004) / Van Esch et al, Genet Counsel 15:375 (2004) /
Wilkin in: The Metabolic & Molecular Basis of Inherited
Disease 5379 (2001) / Vajo et al, Endocr Rev 21:23 (2000) /
Perez-Castro et al, Genomics 41:10 (1997) / Tavormina et al,
Nature Genet. 9:321 (1995)
Thrombophilie [I82.9]
OMIM-Nummer:188050, 612309 (Faktor V), 176930
(Faktor II)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall, Dipl.-Biol. Christine
Schack, Dipl.-Biol. Christina Sofeso
Schematische Darstellung der Domänen des FGFR3Proteins, der Verankerung des Proteins in der
Zellmembran und die Lokalisation der Mutationen im
Protein (modifiziert nach Hilbert et al, Monatsschr
Kinderheilkd 146:687 (1998))
Indikation
V.a. und DD Thanatophore Dysplasie, Pränataldiagnostik bei auffälligem Ultraschall
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Thanatophore Dysplasie
(ICD-10-Code: [Q77.1])
Auftrag: Mutationssuche FGFR3-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden die Exons 7, 10,
13, 15, 16 und 19 (bei V.a. TD 1) bzw. Exon 15 (K650EMutation, bei V.a. TD 2) des FGFR3-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Stufe II (nach Rücksprache): Aus genomischer DNA
werden die restlichen Exons des FGFR3-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die jährliche Inzidenz für tiefe Beinvenenthrombosen
wird mit 1:1.000 angegeben. Risikofaktoren für
Venenthrombosen können genetisch bedingt oder
erworben sein. Durch epidemiologische Studien konnten bereits mehrere genetische Risikofaktoren für
Venenthrombosen identifiziert werden, unter denen
neben der Resistenz des Gerinnungsfaktors V gegen
aktiviertes Protein C (APC) auch eine erhöhte
Plasmakonzentration von Prothrombin eine wichtige
Rolle spielt.
Die APC-Resistenz ist der häufigste bislang bekannte
Risikofaktor für Venenthrombosen. Die genetische
Ursache ist in 90% ein Polymorphismus im Gerinnungsfaktor-V-Gen (c.1691G>A), wodurch Arginin an Aminosäureposition 506 durch Glutamin ersetzt wird.
Dadurch kann der aktivierte Faktor-V nicht mehr ausreichend durch aktiviertes Protein C gespalten und
inaktiviert werden. Ein heterozygoter Faktor-VLeiden-Polymorphismus (rs6025) findet sich bei ca. 57% der kaukasischen Bevölkerung und wird bei etwa
einem Viertel aller Thrombosepatienten nachgewiesen. Homozygotie für diesen Polymorphismus ist hingegen mit einer Prävalenz von 0,02% in der
Gesamtbevölkerung sehr selten. Heterozygotie für
den Faktor-V-Leiden-Polymorphismus ist mit einem 510-fach erhöhten Risiko für venöse Thrombosen assoziiert. Für homozygote Merkmalsträger erhöht sich
das individuelle Thromboserisiko um das 50-80-fache.
Das durch den Faktor-V-Leiden-Polymorphismus
bedingte Thromboserisiko kann auch durch das
Vorliegen weiterer genetischer Faktoren, wie z.B. den
Prothrombin-G20210A-Polymorphismus, weiter erhöht
werden. Prothrombin (Faktor II) ist die Vorstufe von
Thrombin, welches innerhalb der Gerinnungskaskade
an der Umsetzung von Fibrinogen zu Fibrin beteiligt
ist. Ein Polymorphismus an Nukleotidposition 20210
der 3‘-untranslatierten Region des Prothrombin-Gens,
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
FII-G20210A (rs1799963), ist mit einer erhöhten
Prothrombin-Konzentration im Plasma assoziiert.
Hierdurch kommt es zu einer Hyperkoagulabilität des
Blutes, wodurch die Betroffenen ebenfalls ein lebenslang erhöhtes Thromboserisiko aufweisen. Der
Prothrombin-Polymorphismus ist neben dem FaktorV-Leiden-Polymorphismus der zweithäufigste genetische Riskofaktor. Etwa 2% der westlichen Bevölkerung
sind heterozygote Träger dieses Polymorphismus,
wodurch sich das individuelle Thromboserisiko um
den Faktor 2-3 erhöht.
Zusätzlich zu den genetischen Faktoren gibt es eine
Reihe exogener Faktoren, die einen Einfluss auf das
individuelle Thromboserisiko haben. Zu diesen
Faktoren zählen u.a. Immobilisation, Rauchen,
Schwangerschaft, die Einnahme oraler Kontrazeptiva
sowie Alter und Übergewicht. Eine Thromboseprophylaxe für asymptomatische Anlageträger wird
derzeit nicht empfohlen. In besonderen Risikosituationen, wie z.B. bei längerer Immobilisation oder
bei Schwangeren, bei denen zusätzliche Risikofaktoren
vorliegen, kann eine vorübergehende Thromboseprophylaxe indiziert sein. Beim Auftreten schwerer
thrombotischer Ereignisse oder bei Rezidiven kann
eine längerfristige oder dauerhafte Antikoagulation
angezeigt sein.
Indikation
V.a. und DD familiäre Thrombophilie, Personen mit
erhöhtem Thromboserisiko (bekannte Störungen des
Gerinnungssytems, Familienanamnese, Z.n. Thrombose,
Einnahme von oralen Kontrazeptiva in Verbindung mit
Zigarettenrauchen, Risikoschwangerschaften etc.)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Thrombophilie (ICD-10-Code: [I82.9])
Auftrag: FV-R506Q- und FII-G20210A-Polymorphismus
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird je ein Abschnitt des
Faktor-V- und des Faktor-II-Gens amplifiziert. Der Mutationsnachweis erfolgt durch Sonden-Hybridisierung
und Schmelzkurvenanalyse (Lightcycler-Assay).
Dauer der Untersuchung
jeweils 5 Tage
Literatur
Gohil et al, Thromb Haemost 102:360 (2009) / Cullen et al, J
250
Lab Med 33:283 (2009) / Lim et al, BMJ 334:1318 (2007) /
Shaw, Clin Lab Sci 19:218 (2006) / Bockenstedt, Hematology
Am Soc Hematol Educ Program 444 (2006) / Bosler et al, J Mol
Diagn 8:420 (2006) / Lockwood, Obstet Gynecol 99:333 (2002)
/ Sartori et al, Thromb Haemost 86:1161 (2001) / Emmerich et
al, Thromb Haemost 86:809 (2001) / Segui et al, Br J Haematol
111:122 (2000) / Visanji et al, Br J Haematol 110:135 (2000) /
Martinelli et al, New Eng J Med 338:1793 (1998) / Spannagl et
Schramm, Dtsch Med Wochenschr 123:137 (1998) / Witt, Dt
Ärztebl, 95:A-2316 [Heft 38] (1998) / Hillarp et al, Thromb /
Haemost 78:990 (1997) / Ridker et al, JAMA 277:1305 (1997)
/ Simioni et al, N Eng J Med336:399 (1997) / Dizon-Townson
et al, Am J Obstet Gynecol 175:902 (1996) / Poort et al, Blood
88:3698 (1996)
TNF-Rezeptor-1-assoziiertes periodisches
Syndrom (TRAPS) [R50.9]
OMIM-Nummer: 142680, 191190 (TNFRSF1A)
Dr. rer. nat. Barbara Grumbt, Dr. med. Kaimo Hirv
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das TNF-Rezeptor-1-assoziierte periodische Syndrom
(TRAPS) gehört zu den seltenen angeborenen periodischen Fiebersyndromen und wird autosomal-dominant mit reduzierter Penetranz vererbt. Im Mittel treten die ersten Symptome im 3. Lebensjahr auf, die
Krankheit kann sich aber auch erst im Erwachsenenalter manifestieren. Betreffen kann TRAPS Patienten
jeden ethnischen Ursprungs. Klinisch ist TRAPS durch
rezidivierende Fieberepisoden charakterisiert, die
etwa 7 Tage bis mehrere Wochen andauern. Begleitet
werden die Attacken häufig von starken abdominellen Schmerzen, Myalgien, Arthralgien, Konjunktivitis
und/oder periorbitalem Ödem sowie einem migratorischen, erysipelartigen Erythem. Zwischen den
Schüben sind die meisten Patienten symptomfrei.
Eine subklinische Inflammation führt jedoch bei etwa
20 % der unbehandelten bzw. spät diagnostizierten
TRAPS-Patienten zu einer Amyloidose, die v.a. die
Nieren betrifft. Symptomatische Therapie der Wahl ist
die Gabe von Steroiden. Der lösliche TNF-α-Rezeptor
Etanercept kann insbesondere bei Vorliegen eines
Rezeptor-Abspaltungsdefekts eine alternative
Therapieoption darstellen. Patienten mit Mutationen
der Cysteinreste des TNF-Rezeptors zeigen eine gute
klinische und laborchemische Antwort auf die
Therapie mit Anakinra (IL-1 Rezeptorblocker).
Ursache der Erkrankung sind Mutationen im
TNFRSF1A-Gen (TNF-Rezeptor-Superfamilie-1A), das
für den Zellmembran-gebundenen Rezeptor TNFR1
(auch TNFR p55) codiert. Bindung von TNF-α an den
Rezeptor führt u. a. zu Zytokinsekretion, Aktivierung
von Leukozyten und Fieber. Als negative
Rückkopplung wird der extrazelluläre Anteil des
Rezeptors nach Stimulation von der Oberfläche abgespalten (shedding) und fängt in löslicher Form freies
TNF-α ab. Fast alle der über 70 bekannten Mutationen
(überwiegend missense-Mutationen) befinden sich in
den Exons 2 - 4 und 6, die für die ersten beiden extrazellulären Rezeptordomänen und die Spaltungsstelle
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
codieren.
Indikation
V.a. und DD TNF-Rezeptor-1-assoziiertes periodisches
Syndrom (TRAPS), rezidivierende Fieberschübe unklarer Genese
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: TRAPS (ICD-10 Code: [R50.9])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche TNFRSF1A-Gen (5 Exons)
und/oder
Stufe II: Mutationssuche TNFRSF1A-Gen (restliche
Exons)
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden die entsprechenden
Abschnitte von Exon 1-10 des TNFRSF1A-Gens einschließlich der Exon/Intron-Spleissstellen amplifiziert
und sequenziert (Stufendiagnostik).
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Kutukculer et al, Int J Immunogenet 37:21 (2010) / Lainka et al,
Rheumatology (Oxford) 48:987 (2009) / Aganna et al, Arthritis
Rheum 48:2632 (2003) / Aksentijevich et al, Am J Hum Genet
69:301 (2001) / Simon et al, Arch Intern Med 161:2491 (2001) /
McDermott et al, Cell 97:133 (1999)
Tuberöse Sklerose (TSC) [Q85.1]
OMIM-Nummer: 191100, 605284 (TSC1), 613254,
191092 (TSC2)
Dr. rer. nat. Karin Mayer
Wissenschaftlicher Hintergrund
Die Tuberöse Sklerose (TSC, Tuberous Sclerosis
Complex, M. Bourneville-Pringle) ist eine autosomaldominant vererbte Multisystemerkrankung mit großer klinischer Variabilität. Die Inzidenz wird mit ca.
1:7.000 angegeben. Charakteristisch sind multiple,
lokale Areale unvollständiger und abnormer
Gewebedifferenzierung, sog. Hamartien, die bei verstärkter Proliferation als Hamartome bezeichnet werden, aber gutartig bleiben. TSC kann sich in fast allen
Organen manifestieren, wobei Gehirn, Herz, Nieren,
Lunge, Haut und Augen am häufigsten betroffen sind.
Die Organmanifestationen sind jedoch alle fakultativ,
keines dieser Symptome ist immer nachweisbar.
Einige Symptome haben keinen Krankheitswert, weisen jedoch darauf hin, dass die betroffene Person
Anlageträger ist. Anhand der aktualisierten, 2013 veröffentlichten diagnostischen Kriterien kann die
Diagnose TSC sowohl genetisch als auch klinisch
gestellt werden. Demnach ist der alleinige Nachweis
einer pathogenen Mutation im TSC1- oder TSC2-Gen
ausreichend für die Diagnosestellung. Die klinischen
Manifestationen werden in 11 Haupt- und 6
Nebenkriterien eingeordnet, wobei sowohl zwei
Hauptkriterien als auch die Kombination von einem
Haupt- und mindestens zwei Nebenkriterien TSC
sichern, während entweder ein Haupt- oder mindestens zwei Nebenkriterien TSC möglich machen.
Molekulare Ursachen sind Mutationen im TSC1- und
TSC2-Gen. In Familien mit mehreren Betroffenen sind
Mutationen des TSC1- und des TSC2-Gens gleich häufig, 70% der TSC-Fälle treten allerdings sporadisch
durch Neumutationen auf, wobei in diesen Fällen nur
in 10-15% TSC1 und in 70% TSC2 verändert ist.
Insgesamt sind TSC2-Mutationen viermal häufiger als
TSC1-Mutationen. Bei beiden TSC-Genen handelt es
sich um Tumorsuppressor-Gene, die auf zellulärer
Ebene rezessiv wirken, d.h. nur dann zur lokalen
Entstehung von Hamartomen führen, wenn durch
zwei unabhängige Mutationen beide homologen TSCGene inaktiviert wurden. Die TSC1- und TSC2Genprodukte Hamartin und Tuberin bilden einen
Komplex und haben eine zentrale Funktion innerhalb
grundlegender Signaltransduktionswege, über die
Zelladhäsion, Transkription und Zellproliferation,
Vesikeltransport und Zellmigration gesteuert werden.
Am bedeutendsten ist die Insulin-vermittelte mTORSignaltransduktion. Der Tuberin-Hamartin-Komplex
inhibiert die Aktivität der Serin-Kinase mTOR (mammalian Target of Rapamycin). Infolge von TSC1- oder
TSC2-Mutationen kommt es zur Überaktivierung der
mTOR-Signaltransduktion und zu einer verstärkten
Proliferation in den charakteristischen TSC-Läsionen.
Durch die Interaktion von Hamartin und Tuberin führt
die Inaktivierung beider Kopien eines der beiden TSCGene zum Funktionsverlust des gesamten Proteinkomplexes und somit zur gleichen Pathogenese. Bis
auf einige Ausnahmen ist keine klare GenotypPhänotyp-Korrelation möglich.
Bei Ausfall des TSC1/TSC2-Komplexes kann die aktivierte mTOR-Signaltransduktion auch durch Medikamente gehemmt werden. Klinische Studien bei TSCPatienten haben gezeigt, dass die mTOR-Inhibitoren
Rapamycin (Sirolimus, Rapamune®) und dessen
Derivat RAD001 (Everolimus, Afinitor®, Votubia®) das
Wachstum von Angiomyolipomen der Niere und von
Riesenzellastrozytomen des Gehirns hemmen und
darüber hinaus die Angiofibrome im Gesicht, die
Epilepsie und die respiratorische Funktion bei
Lymphangiomyomatose positiv beeinflussen können.
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Das TSC1-Gen besteht aus 23, das TSC2-Gen aus 41
proteincodierenden Exons. Bisher wurden über 1.800
verschiedene Mutationen in beiden TSC-Genen veröffentlicht. Die Mutationen sind in beiden Genen über
nahezu alle Exons bzw. angrenzende Intronsequenzen
verteilt und umfassen alle Mutationstypen. Der
Großteil aller beschriebenen 470 Mutationen im
TSC1-Gen führt zu einem vorzeitig verkürzten
Genprodukt, krankheitsverursachende MissenseMutationen und größere Deletionen sind mit weniger
als 17% bzw. 3% relativ selten. Bei den 1.350 im TSC2Gen beschriebenen Mutationen sind alle Arten von
Punktmutationen etwa gleich häufig. Im Gegensatz
zum TSC1-Gen machen hier Verluste größerer
Genbereiche etwa 6% aus, wobei in ¾ davon neben
dem TSC2-Gen zusätzlich das chromosomal benachbarte PKD1-Gen für die autosomal-dominante polyzystische Nierenerkrankung (ADPKD) betroffen ist.
Patienten mit diesem TSC2/PKD1 Contiguous Gene
Syndrome weisen sowohl klinische Merkmale einer
TSC als auch einer ADPKD mit frühem Manifestationsalter auf. Die Mutationssuche in beiden TSC-Genen
mittels Sequenzierung erfasst ca. 90% aller bisher
bekannten Mutationstypen. Bis zu 10% der
Mutationen in beiden TSC-Genen sind größere
Deletionen. Bei etwa 85% aller Patienten mit der klinisch gesicherten Diagnose TSC kann durch die
Kombination der Routinemethoden Sanger-
Sequenzierung und Deletions-/Duplikationsdiagnostik
mit MLPA eine Mutation in einem der beiden TSCGene detektiert werden. Bei einem Teil der mit diesen
Methoden molekulargenetisch nicht aufzuklärenden
Fälle liegen Mutationen in regulatorischen Regionen
der beiden TSC-Gene oder genetische Mosaike vor,
die mittels Deep Sequencing der gesamten genomischen Regionen beider TSC-Gene detektiert werden
können.
Indikation
V.a. und DD Tuberöse
Familienanamnese
Sklerose,
positive
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Tuberöse Sklerose (TSC)
(ICD-10 Code: [85.1])
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche TSC1-Gen und TSC2-Gen
und/oder
Stufe II: Deletionsdiagnostik TSC1-Gen und TSC2-Gen
(MLPA)
und/oder
Stufe III: Deep Sequencing mittels NGS
Art und Verteilung der bisher weltweit identifizierten Mutationen im TSC2-Gen (insgesamt 2655, davon 1666 verschiedene,
1344 krankheitsverursachend, Stand Juni 2013). Darunter schematisch die Exon-Struktur des TSC2-Gens mit bekannten strukturellen und funktionellen Domänen (© Karin Mayer).
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
(NGS ist derzeit keine Regelleistung der Krankenkassen und kann nur nach Rücksprache und Kostenübernahmeerklärung erfolgen)
TSC2/PKD1 Contiguous Gene Syndrome: Deletionsdiagnostik TSC2/PKD1-Gen (FISH)
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
Stufe I, II, III: 1ml EDTA-Blut
TSC2/PKD1-FISH: 2 ml Na-Heparin-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden alle 21 codierenden Exons des TSC1- sowie alle 41 codierenden
Exons des TSC2-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA wird eine quantitative
Analyse des TSC1- und TSC2-Gens auf Deletionen oder
Duplikationen mittels MLPA durchgeführt.
Stufe III: Deep Sequencing der gesamten genomischen Regionen des TSC1- und TSC2-Gens mittels
NGS.
TSC2-FISH: Kultivierung von Lymphozyten aus einer
Heparin-Blutprobe und Hybridisierung mit fluoreszenzmarkierten, TSC2- und PKD1-spezifischen Sonden
aus der Region 16p13.3.
Dauer der Untersuchung
Stufe I 4 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Stufe III: auf Anfrage (Deep Sequencing mittels NGS)
Bei V.a. TSC2/PKD1 Contiguous Gene Syndrome:
2 Wochen (FISH-Analyse TSC2)
Literatur
Krueger and Northrup, Pediatr Neurol 49:255 (2013) / Mayer
et al, Eur J Hum Genet, advance online publication 12 June
2013; doi: 10.1038/ejhg.2013.129 (2013) / Bissler et al, Lancet
381:817 (2013) / Franz et al, Lancet 381:125 (2013) /
Kwiatkowski in Tuberous Sclerosis Complex. Genes, Clinical
Features
and
Therapeutics
(Kwiatkowski/Holets
Whittemore/Thiele, eds.) chap. II.4: 29-57 (2010) / Orlova
and Curatolo, Ann N Y Acad Sci 1184:87 (2010) / Inoki and
Guan, Hum Mol Genet 18:R94 (2009) / Curatolo et al, The
Lancet 372:657 (2008) / Au et al, Genet Med 9:88 (2008) /
Kozlowski et al, Hum Genet 121 :389 (2007) / Yates, Eur J Hum
Genet 14:1065 (2006) / Wienecke et al, Am J Kidney Dis
48:E27 (2006) / Sancak et al, Eur J Hum Genet 13:731 (2005) /
Au et al, J Child Neurol 19:699 (2004) / Dabora et al, Am J Hum
Genet 68:64 (2001) / Mayer et al, Hum Mutat 14:401 (1999) /
Roach, J Child Neurol 13:624 (1998)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Uniparentale Disomie (UPD) [Q99.9]
OMIM-Nummer: 608149, 176270, 105830
Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Uniparentale Disomie bedeutet, dass ein Individuum
beide Exemplare (Allele) eines Chromosoms oder
Teile davon von nur einem Elternteil geerbt hat.
Dabei spricht man von Isodisomie, wenn es sich dabei
um das gleiche elterliche Chromosom in duplizierter
Form handelt bzw. von Heterodisomie, wenn die beiden verschiedenen Exemplare eines Chromosoms von
nur einem Elternteil stammen. Bei den meisten
Chromo-somen kommt dieser Situation vermutlich
keine pathologische Bedeutung zu. Probleme können
dann entstehen, wenn auf dem Chromosom, das als
Isodisomie von nur einem Elternteil vererbt wird, in
einem rezessiven Gen eine Mutation vorliegt, die
dann beim Kind durch Verdopplung dieses Chromosoms bzw. Gens homozygot wird und zur Erkrankung
führt, oder wenn ein Chromosom oder eine Chromosomenregion betroffen ist, in der Gene liegen, die
dem sog. Genomic Imprinting unterliegen, d.h., dass
sie, je nach der elterlichen Herkunft, aktiv bzw. inaktiv
sind. Dies spielt z.B. beim Prader-Willi- bzw.
Angelman-Syndrom eine Rolle. Eine praktische
Bedeutung hat die UPD-Diagnostik auch im Rahmen
der Pränataldiagnostik, wenn z.B. in der Chorionzottenbiopsie ein Mosaik für eine Trisomie eines der
Chromosomen vorliegt, von denen bekannt ist, dass
eine UPD pathologische Auswirkungen hat. In diesem
Fall muß untersucht werden, ob beim Ungeborenen
z.B. durch eine „Trisomie-Korrektur“ eine UPD entstanden ist. Wenn die ursprüngliche Zygote trisom
angelegt war, also von einem Elternteil zwei, vom
anderen ein Chromosom der gleichen Sorte enthielt,
kann bei einer „Trisomie-Korrektur“ auch das einzige
Chromosomenexemplar des einen Elternteils verloren
gehen, die beiden Chromosomen des anderen
Elternteils bleiben übrig, vermeintlich liegt ein
Normalzustand vor, der aber pathologische
Auswirkungen haben kann.
Auch Robertson’sche Translokationen, an denen z.B.
das Chromosom 14 bzw. 15 beteiligt ist, erfordern in
der pränatalen Diagnostik den Ausschluß einer UPD,
wobei das Risiko wahrscheinlich unter 1% liegt.
Abgesehen von den in der Tabelle genannten
Chromosomen, bei denen eine UPD krankheitsverursachend sein kann, gibt es auch für die Chromosomen
2, 3, 16 und 20 dementsprechende Hinweise in der
Literatur, so dass bei Vorliegen einer Trisomie, auch in
Mosaikform, in der Pränataldiagnostik ein UPDAusschluß erfolgen sollte.
Chromosom/ UPD
Region
Symptomatik/Erkrankung
6q23-24
paternal
7p11-13
maternal
11p15.5
paternal (in Beckwith-WiedemannMosaikform) Syndrom (EMG-Syndrom)
14
paternal
14
maternal
15q11-13
maternal
15q11-13
paternal
Transienter neonataler
Diabetes mellitus
Silver-Russell-Syndrom,
rimordialer Minderwuchs
Intrauterine
Wachstumsverzögerung,
Fehlbildungen, schwere
Entwicklungsverzögerung
Prä- und postnatale
Wachstumsverzögerung,
leichte
Entwicklungsverzögerung,
Dysmorphiezeichen
Prader-Willi-Syndrom
Angelman-Syndrom
Die häufigsten durch UPD verursachten Erkrankungen:
die meisten sind heterogen und können auch durch andere Ursachen hervorgerufen werden, wie z.B. die
Mikrodeletion wie das Prader-Willi- und AngelmanSyndrom oder das Beckwith-Wiedemann-Syndrom.
Indikation
V.a. und DD Uniparentale Disomie
+
Fehler
in der Meiose
disome Eizelle
+
monosome
Samenzelle
Trisomie-Korrektur
trisome
Zygote
Disomer Embryo mit
mütterlicher uniparentaler
Disomie bei Chromosom 15,
z. B. Prader-Willi-Syndrom
Vereinfachtes Schema zur UPD-Entstehung durch Trisomie-Korrektur
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Anforderung
UPD-Diagnostik bei ............... (bitte Erkrankung bzw.
betroffenes Chromosom mitteilen),
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
Pränatal: Fruchtwasser oder CVS-Langzeitkultur oder
Plazentazotten oder heparinisiertes Nabelschnurblut
+ 2-5 ml EDTA-Blut der Eltern
Postnatal: 2-5- ml EDTA-Blut des Patienten und beider
Eltern
Methode F
Mikrosatellitenanalyse polymorpher Marker aus den
entsprechenden chromosomalen Regionen
Dauer der Untersuchung
Eilig (pränatal): 1 Woche
Regulär (postnatal): 2 - 3 Wochen
Literatur
Kotzot, J Med Genet 45:545 (2008) / Kotzot , Ultrasound
Obstet Gynecol 31:100 (2008) / Engel, Eur J Hum Genet
14:1158 (2006) / Kotzot, Am J Med Genet 111:366 (2002) /
Buiting et al, Medizinische Genetik 13:124 (2001)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Von-Willebrand-Jürgens-Syndrom (VWS)
[D.68.0]
OMIM-Nummer: 193400 (Typ 1), 613554 (Typ 2),
277480 (Typ 3), 613160 (VWF)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
VWS ist eine angeborene oder erworbene Störung des
Gerinnungssystems, die durch quantitative oder qualitative Veränderungen des von-Willebrand-Faktors
(VWF oder Faktor 8) hervorgerufen wird. Die wichtigsten Funktionen des VWF liegen in der Förderung der
Plättchenadhäsion über Glykoprotein Ib, welches an
den Thrombozytenoberflächen lokalisiert ist, sowie in
der Bindung von Faktor VIII, wodurch dieser vor
schnellem Abbau geschützt ist. Die Thrombozytenadhäsion ist von den großen Multimeren des VWF
abhängig.
Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
4 Wochen
Literatur
Gadisseur et al, Acta Haematol 121:71 (2009) /
Schneppenheim et al, Hämostaseologie 29:143 (2009) /
Goodeve et al, Blood 109:112 (2007) / James et al, Blood
109:145 (2007) / Schneppenheim et al, Hämostasiologie
25:367 (2005) / Schneppenheim et al, Hämostasiologie 24:37
(2004) / Mannucci et al, N Engl J Med 351:683 (2004) /
Ginsburg et al Blood 79:2507 (1992)
Alle Funktionen des VWF sind durch Mutationen im
VWF-Gen betroffen, die einen allgemeinen quantitativen Effekt auf die Expression des VWF haben.
Mutationen, welche die Bildung großer Multimere
beeinträchtigen, beeinflussen nur die VWF-Funktion
in der primären Hämostase. Wenn hingegen die FVIIIBinderegion defekt ist, ist die Funktion in der sekundären Hämostase betroffen. Die quantitativen Effekte
werden in relative Verminderung (Typ I) und absolutes Fehlen (Typ III) unterschieden. Qualitative
Defekte (Typ II) sind sehr heterogen. Durch die
Identifizierung spezifischer Mutationen, die mit einer
reduzierten Expression des VWF, Störungen der posttranslationalen Modifikation, Beeinträchtigung des
intrazellulären Transports oder funktionellen Defekten
einhergehen, kann der sehr heterogene klinische
Phänotyp mit dem Genotyp in Einklang gebracht werden. Die Mutationsanalyse kann bei der korrekten
Diagnosestellung und Klassifikation hilfreich sein und
die Wahl der adäquaten Therapie erleichtern.
Indikation
V.a. und DD VWS
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: VWD (ICD-10 Code: [D68.0])
Auftrag: Mutationssuche VWF-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 52 Exons des VWF-
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Wagner-Syndrom (WGN1) [H33.5]
OMIM-Nummer: 143200, 118661 (CSPG2)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaflicher Hintergrund
Das Wagner-Syndrom ist eine sehr seltene autosomaldominant vererbte degenerative Erkrankung der
Augen mit vollständiger Penetranz. Die Symptomatik
beginnt um das 20. Lebensjahr und ist durch progressive Visusverminderung, Gesichtsfeldausfälle, mäßige
Myopie und Kataraktbildung gekennzeichnet, die in
der Regel zur Erblindung führen. Morphologische Kennzeichen sind ein optisch leerer Glaskörperraum, fibrilläre Kondensationen und eine Netzhaut-Aderhautdystrophie. In seltenen Fällen kommt es zu Netzhautablösungen. In manchen Fällen scheint die Abgrenzung
vom Stickler-Syndrom schwierig zu sein. Beim
Wagner-Syndrom fehlen jedoch Gesichts- und Skelettfehlbildungen.
Die genetische Ursache des Wagner-Syndroms scheint
heterogen zu sein. Bei bisher 26 molekulargenetisch
untersuchten Familien konnte in 7 Familien die
Ursache in Mutationen im CSPG2-Gen nachgewiesen
werden. CSPG2 codiert für Chondroitin-SulfatProteoglucan Versican, ein Strukturprotein des
Glaskörpers. Alle Mutationen waren bislang in den
Spleißregionen des Exons 8 lokalisiert.
Indikation
V.a. und DD Wagner-Syndrom
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: WGN1 (ICD-10 Code: [H33.5])
Auftrag: Mutationssuche CSPG2-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird Exon 8 des CSPG2Gens sequenziert
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die restlichen
Exons des CSPG2-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 2 Wochen
Stufe II: weitere 2 Wochen
Literatur
Ronan et al, Arch Ophthalmol (2009) / Meredith et al, Br J
Ophthalmol 91:655 (2007) / Mukhopadhyay et al, Invest
Ophthalmol Vis Sci 47:3565 (2006) / Kloeckner-Gruissem et al,
Mol Vis 12:350 (2006)
Wilson Erkrankung (WND) [E83.0]
OMIM-Nummer: 277900, 606882 (ATP7B)
Dr. rer. nat. Christoph Marschall
Wissenschaftlicher Hintergrund
Bei der Wilson Erkrankung handelt es sich um eine seltene autosomal-rezessive Erkrankung des Kupferstoffwechsels mit einer Inzidenz von ca. 1:35.000.
Erstmanifestationen der Erkrankung sind bereits in
den ersten Lebenstagen oder -wochen zu beobachten
(Dyspnoe, Apnoe sowie Zyanose). In 2/3 der Fälle
führt die Erkankung bereits im ersten Lebensjahr zum
Tod. Nicht von der lebensbedrohlichen, akuten Phase
betroffene Patienten präsentieren sich im
Durchschnitt im Alter von 20 Jahren mit Symptomen.
Ursache der Erkrankung sind Mutationen im ATP7BGen, wodurch die Kupferbindungsregion einer ATPase
in Leber und Niere gestört ist. Es kommt bei vermindertem Coeruloplasmin trotz gesteigerter renaler
Cu++-Ausscheidung zu einer Erhöhung des freien
Serumkupfers, das im Gewebe zytotoxisch wirkt. Ein
typisches klinisches Merkmal dieser Erkrankung ist
der goldbraun-grüne Kayser-Fleischer-Kornealring.
Häufig sind auch neurologisch-psychiatrische Symptome in der Adoleszenz, wie z.B. Parkinson-ähnlicher
Rigor und Tremor. Da wirksame Therapeutika existieren, welche die Prognose deutlich verbessern, ist die
Frühdiagnose des Leidens von besonderer Bedeutung.
Bei jeder unklaren Lebererkrankung, die vor dem 35.
Lebensjahr auftritt, sollte eine Wilson-Erkrankung
ausgeschlossen werden. Laborchemisch ist das
Coeruloplasmin im Serum erniedrigt, die KupferAusscheidung im Urin erhöht. Ca. 1/3 der Patienten
mit Wilson-Erkrankung zeigen eine Transversion von
Cytosin nach Adenin, die zu einem His1069GlnAminosäureaustausch führt. Diese Mutation
(Allelfrequenz ca. 0,3% in der kaukasischen
Bevölkerung) ist mit einem relativ milden Phänotyp
und verzögerter Manifestation der Symptome assoziiert.
Indikation
V.a. und DD Wilson-Erkrankung, insbesondere
Patienten mit unklaren neurologisch-psychiatrischen
Symptomen ab dem 10. Lebensjahr, Kayser-FleischerKornealring, hämolytischer Anämie, gesteigerter
Kupferausscheidung im Urin oder unklarer
Lebererkrankung
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: WND (ICD-10 Code: [E83.0])
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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molek_parameter_zweispaltig_4b.qxd 08.01.14 20:58 Seite 258
Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Auftrag:
Stufe I: Mutationssuche ATP7B-H1069Q-Mutation
Stufe II: Mutationssuche ATP7B-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird Exon 14 des
ATP7B-Gens sequenziert.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die restlichen
Exons des ATP7B-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 1 Woche
Stufe II: weitere 3 Wochen
Literatur
Mak et al, J Hum Genet 53:55 (2008) / Dmitriev et al, PNAS
103:5302 (2006) / Schmidt et al, Deutsches Ärzteblatt
100:192 (2003) / Olivarez et al, Am J Hum Genet 65:459
(2001) / Houwen et al, J Med Genet 32:480 (1995) / Tanzi et
al, Nature Genet 9:344 (1993)
Wiskott-Aldrich-Syndrom (WAS) [D82.0]
OMIM-Nummer: 301000, 300392 (WAS)
Dr. rer. nat. Barbara Grumbt, Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Wiskott-Aldrich-Syndrom (WAS) ist ein primärer
Immundefekt mit der Trias Thrombozytopenie, Ekzem,
Infektionen, der sowohl B- als auch T-Lymphozyten
betrifft. Eine klinisch leichtere Form stellt die Xgebundene Thrombozytopenie (XLT) dar. Die Inzidenz
für WAS wird mit 1-10:1.000.000 wahrscheinlich
unterschätzt. Klinisch können bereits bei Geburt
Petechien, Hämatome und blutige Stühle auffallen.
Später tritt bei ca. 80% der Patienten ein Ekzem, ähnlich einer atopischen Dermatitis auf. Neben der
Thrombozytopenie sind die Thrombozyten kleiner als
normal und haben eine verminderte Aggregationsfähigkeit. Bei etwa 30% der Patienten kann es zu
lebensbedrohlichen Blutungen kommen. Häufig sind
bakterielle Infektionen, wie Otitis media, Sinusitis,
Pneumonie, Sepsis und Meningitis sowie schwere, z.T.
rekurrierende Virusinfektionen mit Herpes simplex.
Etwa 40% der Patienten leiden unter Autoimmunerkrankungen wie hämolytischer Anämie, Polyarthritis,
entzündlichen Darmerkrankungen und IgA-Nephritis,
bei über 10% treten Malignome, v.a. EBV-assoziierte
B-Zell-Lymphome auf. Labordiagnostisch imponieren
eine Thrombozytopenie bei kleinen Plättchen mit
gestörter Aggregation, abnorme B- und T-Zellfunktionen
sowie Auffälligkeiten bei Immunglobulinen und
Antikörpertests. Mit zunehmendem Alter zeigt sich
eine Lymphopenie. Therapie der Wahl ist die
Blutstammzelltransplantation, bzw. eine symptomatische Therapie mit Antibiotika, Immunglobulinen und
bei Bedarf mit Thrombozytenkonzentraten.
Ursächlich sind Mutationen im WAS-Gen, das eine
Rolle in der Organisation des Aktin-Zytoskeletts, der
Signaltransduktion, Phagozytose und Apoptose spielt.
Mutationen sind über das gesamte Gen verteilt, allerdings finden sich 45% in der Domäne P4/WH1.
Mutationen, welche die WAS-Expression komplett
unterdrücken, sind mit WAS assoziiert, teilweise inaktivierende Mutationen führen zu XLT. Überträgerinnen zeigen eine non-random X-Inaktivierung.
Indikation
V.a. und DD WAS, XLT, X-gebundene Neutropenie,
Überträgerinnenstatus bei Frauen mit positiver
Familienanamnese
Schematische Darstellung des Kupferstoffwechsels in der Leberzelle. Abkürzungen: Cu=Kupfer, CTR=Kupfertransporter,
MT=Metallothionin, GSH=Glutathion, Cp=Coeruloplasmin
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: WAS, XLT, XLN (ICD-10 Code: [D82.0])
Auftrag: Mutationssuche WAS-Gen,
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 12 Exons des WASGens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3-4 Wochen
Literatur
Gulácsy et al, Mol Immunol 48:788 (2011) / Albert et al, Blood
115:3231 (2010) / Ochs et al, J Allergy Clin Immunol 117:725
(2006) / WAS in Stiehm/Ochs/Winkelstein: Immunologic
disorders in infants and children 5 th Edition, (2004) / Imai et
al, Blood 103:456 (2004) / Jin et al, Blood 104:4010 (2004) /
Sullivan et al, J Pediatr 125: 876 (1994) / Derry et al Cell 78:
635 (1994)
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Molekulargenetik / Neurogenetik / Stoffwechselgenetik
X-gebundenes lymphoproliferatives Syndrom
(XLP1) [D82.3]
OMIM-Nummer: 308240, 300490 (SH2D1A)
Dr. rer. nat. Barbara Grumbt, Dr. med. Imma Rost
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das X-chromosomale lymphoproliferative Syndrom
(XLP1) ist eine primäre Immundefizienz, die v.a. eine
unkontrollierte Immunantwort auf eine EBV-Primärinfektion bedingt. Die Infektion führt zur Proliferation
von B-Lymphozyten und zytotoxischen T-Lymphozyten
mit fulminanter infektiöser Mononukleose, B-ZellLymphomen, Immundefekt oder seltener, aplastischer
Anämie, nekrotisierender Vaskulitis und lymphoider
Granulomatose. Vor einer EBV-Infektion, die im
Durchschnitt mit 5 Jahren eintritt, sind die meisten
Patienten klinisch gesund, andere Virusinfektionen
haben normale Immunantworten zur Folge. Bei der
fulminanten infektiösen Mononukleose sterben über
60% der Patienten an einem akuten Leberversagen.
Ein EBV-assoziiertes hämophagozytisches Syndrom
mit Knochenmarksaplasie hat ebenfalls eine hohe
Letalität. Im weiteren Verlauf kommt es häufig zu
einem kombinierten Immundefekt mit Hypogammaglobulinämie, ähnlich einer CVID-Erkrankung. Etwa
30% der Patienten entwickeln Malignome, v.a. NonHodgkin-Lymphome vom Burkitt-Typ. XLP1 hat das
höchste Malignomrisiko aller Immundefekte. Im peripheren Blut finden sich eine Lymphozytose mit atypischen Lymphozyten und auffälligen Lymphozytenfunktionen, das CD4:CD8-Verhältnis ist zugunsten der
CD8-Zellen verschoben. Die EBV-Titer können niedrig
oder nicht nachweisbar sein. Die Therapie der Wahl ist
heute die Knochenmark- oder Stammzelltransplantation, ohne die etwa 70% der Patienten vor dem
10. Lebensjahr versterben.
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden alle 4 Exons des
SH2D1A-Gens einschließlich Spleißstellen sequenziert.
Dauer der Untersuchung
3-4 Wochen
Literatur
Booth et al, Blood 117:53 (2011) / Rezaei et al, Br J Haemat
152:13 (2011) / Bassiri et al, Immunol Res 42:145 (2008) /
Nichols et al, Nature Med 1:340 (2005) / XLP in
Stiehm/Ochs/Winkelstein: Immunologic disorders in infants and
children 5 th Edition, (2004) / Coffey et al, Nature Genet 20:129
(1998) / Seemayer et al, Pediat Res 38: 471 (1995) / Purtilo et al,
New Engl J Med 201:736 (1974)
Krankheitsverursachend sind Mutationen im SH2D1AGen (SH2 domain-containing gene 1A), dessen Genprodukt als Adaptorprotein unter anderem bei der
SLAM- (CD150) und 2B4- (NK-Zellaktivierender
Rezeptor, CD244) vermittelten Signaltransduktion
eine Rolle spielt. Eine verminderte Expression des
Proteins führt zu einer stark eingeschränkten T- und
NK-Zell-vermittelten Zytotoxizität und zum Fehlen
inhibitorischer NkT-Zellen sowie B-Gedächtniszellen.
Überträgerinnen sind normalerweise klinisch gesund.
Indikation
V.a. und DD XLP, Überträgerinnenstatus bei Frauen
mit positiver Familienanamnese
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: XLP1 (ICD-10 Code: [D82.3])
Auftrag: Mutationssuche SH2D1A-Gen,
260
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Pharmakogenetik
Genetische
Ursachen
individueller
Arzneimittelunverträglichkeiten
Dipl.-Biol. Birgit Busse
Die Pharmakogenetik untersucht genetisch bedingte
Ursachen für Arzneimittelunverträglichkeiten und
Therapieresistenzen. Varianten in Genen, die Proteine
mit pharmakologisch relevanter Funktion codieren
(z.B. Enzyme, Transportproteine, Rezeptoren), können zu Veränderungen im Arzneimittelmetabolismus
und -transport bzw. deren Zielstrukturen (Drug
Targets) führen und dadurch die Wirksamkeit und
Verträglichkeit von Arzneimitteln beeinflussen. Die
Identifizierung von Patienten, die aufgrund ihrer
genetischen Disposition ein erhöhtes Risiko tragen,
unerwünschte Arzneimittelwirkungen (UAW) unter
bestimmten Medikamenten zu erfahren, kann einen
Beitrag zur individualisierten Wirkstofftherapie und
der Verbesserung der Arzneimittelsicherheit leisten.
Damit stellt die Einbeziehung pharmakogenetischer
Analysen zusätzlich zu bekannten diagnostischen
Verfahren wie Anamneseerhebung, Therapeutischem
Drug Monitoring und Arzneimittelinteraktionsprüfung
einen nützlichen Baustein für die Therapieplanung
dar.
Pharmakogenetische Beratung
Aufgrund der komplexen Zusammenhänge ist es dem
Arzt während der laufenden Sprechstunde nicht
immer möglich, pharmakogenetisch relevante Untersuchungen zur Klärung unerwünschter Arzneimittelwirkungen zu eruieren. Daher unterliegen diagnostische
Laboratorien auf diesem Gebiet der besonderen Verantwortung, ihre Einsender kompetent zu beraten.
Das Zentrum für Humangenetik und Laboratoriumsdiagnostik Dr. Klein, Dr. Rost und Kollegen bietet
bereits seit dem Jahr 2001 pharmakogenetische
Untersuchungen in der Routinediagnostik an. Seit
Einführung der pharmakogenetischen Diagnostik
wurde das Leistungsspektrum entsprechend der
aktuellen Datenlage kontinuierlich angepasst. Das
Angebot der Parameter orientiert sich dabei an der
Relevanz für die klinische Anwendung. Eine ausführliche pharmakogenetische Beratung kann bereits im
Vorfeld einer Anforderung kostenfrei in Anspruch
genommen werden.
Pharmakogenetische Diagnostik
Die häufigsten Untersuchungen betreffen derzeit
Genvarianten von Arzneimittel-metabolisierenden
Enzymen. Eine Veränderung der Enzymaktivität
bewirkt einen verlangsamten oder beschleunigten
Substratmetabolismus, was zu interindividuellen
Unterschieden in der Arzneimittelwirksamkeit und
-verträglichkeit führen kann. Ein herabgesetzter
Arzneimittelmetabolismus kann ausgeprägte Überdosierungserscheinungen sowie unzureichende
Prodrug-Aktivierung (z.B. Clopidogrel-Therapie) hervorrufen, während ein beschleunigter Stoffwechsel
häufig mit Therapieresistenz assoziiert ist (z.B.
Psychopharmaka).
Folgende Phänotyp-Klassifikation des Metabolisiererstatus ist auf Basis der molekularen Grundlagen derzeit üblich:
Phänotyp
Molekulare Grundlage
Intermediärer
Metabolisierer
1 Wildtyp-Allel vorhanden
(heterozygot variant),
herabgesetze Menge an funktionsfähigem Enzym.
Kein Wildtyp-Allel vorhanden
Langsamer
(heterozygot variant), keine
Metabolisierer
(Poor Metabolizer) ausreichende Menge an funktionsfähigem Enzym.
Extensiver
Metabolisierer
Ultra-schneller
Metabolisierer
Kürzel
PM
IM
2 Wildtyp-Allele vorhanden, EM
ausreichende Menge an
funktionsfähigem Enzym.
Amplifikation eines Wildtyp- UM
Allels, erhöhte Genexpression
erhöhte Menge an funktionsfähigem Enzym
Medikamentenspiegel in Abhängigkeit vom Metabolisierertyp bei Gabe der Standarddosis eines Wirkstoffs. EM - Extensive
Metabolizer, IM - Intermediate Metabolizer, PM- Poor Metabolizer, UM - Ultrarapid Metabolizer
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Pharmakogenetik
Der prinzipielle Vorteil der Genotypisierung besteht
darin, dass weder ein Referenz-Arzneistoff appliziert
werden, noch der Nachweis von Metaboliten im
Sammelurin erfolgen muss (Urinary Metabolic Ratio).
Darüber hinaus bleibt das Untersuchungsergebnis
lebenslang gültig. Die heute noch häufig angewandte
Vorgehensweise „eine Dosis für alle“ wird in Zukunft
unter Umständen seltener gelten. Eine pharmakogenetische Untersuchung des Patienten vor einer
geplanten medikamentösen Therapie kann die Gefahr
von Nebenwirkungen oder Therapieversagen deutlich
reduzieren. Hat der Patient in der Vergangenheit
bereits Arzneimittelunverträglichkeiten oder -unwirksamkeiten erfahren, kann untersucht werden, ob
diese im Zusammenhang mit genetischen Varianten
der Arzneimittel-metabolisierenden Enzyme stehen.
um dann ggf. die Dosis an den Metabolisiererstatus
anzupassen oder eine alternative Medikation in
Betracht zu ziehen.
Bedeutung der Pharmakogenetik für die
Arzneimitteltherapie
Bereits im Jahr 1997 verwies die FDA (Food and Drug
Administration, USA) in einer Stellungnahme auf die
Relevanz der Pharmakogenetik für die Medizin:
“Identifying metabolic differences in patient groups
based on genetic polymorphisms .... will provide
improved dosing recommendations in product labeling, facilitating the safe and effective use of a drug by
allowing prescribers to anticipate necessary dosing
adjustments.”
Ein möglichst frühzeitiges Abschätzen der Wirksamkeit und Verträglichkeit von Arzneistoffen, insbesondere bei Erkrankungen, die eine längerfristige
Therapie erfordern (z.B. Depression, Herz-Kreislauferkrankungen, chronisch entzündliche Erkrankungen)
ist erstrebenswert. Die FDA hat die Warnhinweise in
den Arzneimittelinformationen mittlerweile erweitert
und die Bestimmung des Phäno- bzw. Genotyps bei
bestimmten Medikamenten empfohlen. Hierdurch
können die richtige Dosisfindung beschleunigt, die
Compliance des Patienten erhöht und Kosten eingespart werden. Auch die deutschen Fachinformationen
zu den Arzneimitteln enthalten zunehmend Hinweise
auf den Arzneimittelmetabolismus und die beteiligten
Enyzme.
Enzyme können jedoch zu individuellen Unterschieden
in der Enzymaktivität und damit zu Unterschieden in
Serumkonzentration und Halbwertszeit von Arzneistoffen führen. Damit verändert sich auch das
Spektrum der erwünschten bzw. unerwünschten
Wirkungen („Nebenwirkungen “). Besondere Relevanz
hat dies bei Wirkstoffen mit geringer therapeutischer
Breite. Der Metabolismus von Pharmaka erfolgt in
zwei Schritten:
Phase I:
Im ersten Schritt der Biotransformation werden die
Moleküle oxidativ, reduktiv oder hydrolytisch verändert. Von besonderer Bedeutung sind dabei
Oxidationsreaktionen. Die oxidative Biotransformation
von Arzneistoffen erfolgt hauptsächlich über
Monooxygenasen des (mikrosomalen) Cytochrom
P450-Systems. Zu den Enzymen der Phase-IReaktionen gehören:
-
Oxidasen, Monooxygenasen, Dioxygenasen
Esterasen
Epoxidhydrolasen
Dehydrogenasen
Phase II:
In vielen Fällen wird erst durch die Reaktionen der
Phase I die Voraussetzung für eine Kopplung des
Moleküls mit einer körpereigenen Substanz in der
Phase II geschaffen. Diese Konjugationsreaktionen
laufen nach Aktivierung eines Reaktionspartners
unter Katalyse spezifischer Transferasen ab. Zu den
Enzymen der Phase-II-Reaktionen zählen:
* N-Acetyltransferasen (NAT)
* Glutathion-S-Transferase (GST)
* UDP-Glucuronyltransferasen (UGT)
* Methyltransferasen (TPMT, COMT, SULT u.a.)
Literatur
Daly AK, Advances in Pharmacology 63:137 (2012) / Swen et
al, Clin Pharmacol Ther 89:662 (2011) / Klein et al, Current
Pharm Pers Med 6:1 (2008)
Überblick zum Metabolismus von
Arzneistoffen
Aufgrund ihrer biochemischen Eigenschaften ist der
differentielle Metabolismus von Medikamenten im
Zusammenhang mit genetischen Varianten besonders
interessant. Viele Wirkstoffe unterliegen einem ausgeprägten First-Pass-Effekt, dem Metabolismus in der
Leber nach Resorption in die Blutbahn. Dabei spielen
die in der Leber lokalisierten Enzymsysteme eine
wichtige Rolle. Genetische Varianten der beteiligten
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Pharmakogenetik
Butyrylcholinesterase (BCHE)-Defizienz und
postoperative Apnoe [T88.7]
OMIM-Nummer: 177400 (BCHE)
Dipl.-Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Postoperative Apnoe ist eine schwerwiegende Komplikation im Zusammenhang mit der Gabe von depolarisierenden Muskelrelaxantien (z.B. Suxamethonium,
Mivacurium), die über das Enzym BCHE abgebaut werden. Weitere Substrate der BCHE sind Procain,
Tetracain, Kokain und Heroin. Verschiedene
Mutationen im BCHE-Gen können zu einer erniedrigten Enzymaktivität und damit zu einem verzögerten
Metabolismus führen.
Die BCHE-Defizienz wird autosomal-rezessiv vererbt,
d.h. beide Allele müssen betroffen sein, damit eine klinische Symptomatik auftritt. Bleibt die Defizienz unerkannt, können akut lebensbedrohliche Situationen im
Verlauf und nach einer Narkose auftreten. Die AVariante (atypische Variante, p.D70G) ist mit einer
Reduktion der Enzymaktivität auf ca. 30% des
Normwerts und schweren Narkose-Komplikationen
assoziiert. Die K-Variante (p.A539T) dagegen ist mit
einer moderaten Reduktion der Enzymaktivität auf ca.
70% des Normwerts assoziiert, wodurch klinisch normalerweise keine verlängerte SuccinylcholinResponse zu beobachten ist. Es kann jedoch nicht ausgeschlossen werden, dass auch die K-Variante in
Kombination mit anderen Faktoren (Schwangerschaft, Anticholinesterase-Medikation, Vorerkrankungen) klinisch relevant wird. Die Allelfrequenz der
A-Variante wird mit ca 2% (Homozygotenfrequenz
1:3.500), die der K-Variante mit ca. 12% (Homozygotenfrequenz 1:100) in der kaukasischen Bevölkerungsgruppe angegeben. Die Analyse des BCHE-Gens kann
als Stufendiagnostik angefordert werden, wobei in
Stufe I die K- und A-Variante nachgewiesen werden. In
Stufe II erfolgt eine Mutationssuche im gesamten
BCHE-Gen zum Ausschluss seltener Mutationen.
Indikation
z.A. einer Butyrylcholinestrase-Defizienz vor geplanter
Anästhesie mit Muskelrelaxantien, Z. n. Narkosekomplikationen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: BCHE-Defizienz (ICD-10 Code: [E88.7])
Auftrag:
Stufe I: A-/und K-Variante BCHE-Gen
und/oder
Stufe II: Mutationssuche im BCHE-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut oder Wangenschleimhautabstrich
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden Exon 2 und ein
Abschnitt von Exon 4 des BCHE-Gens sequenziert und
auf das Vorliegen der A- und K-Varianten untersucht.
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die restlichen
Exons des BCHE-Gens einschließlich Spleißstellen
sequenziert.
Dauer der Untersuchung
ca. 1-2 Wochen
Literatur
Gätke et al, Pharmacogenet Genomics 17:995 (2007) / Levano
et al, Anesthesiology 102:531 (2005) / Bartels et al, Am J Hum
Genet 50:1086 (1992) / McGuire et al, Proc Natl Acad Sci USA
86:953 (1989)
Catechol-O-Methyltransferase (COMT) [T88.7]
OMIM-Nummer: 116790 (COMT)
Dipl.-Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Phase II-Enzym COMT katalysiert die Übertragung
von Methylgruppen auf endogene und exogene
Catechole und ist damit an deren Inaktivierung beteiligt. Das Enzym ist maßgeblich an der Degradation von
catecholaminergen Neurotransmittern wie Dopamin
und Norepinephrin (NE) beteiligt, wodurch die verfügbare Menge dieser Stoffe im Körper reguliert wird.
Daher wird dem Enzym eine Beteiligung bei der
Entstehung von verschiedenen psychischen
Erkrankungen (Depression, Schizophrenie, ADHS etc.)
zugesprochen.
Das COMT-108/158 Val-Allel ist mit einer hohen, das
108/158 Met-Allel mit einer niedrigen Enzymaktivität
assoziiert. Verschiedene Studien weisen darauf hin,
dass der COMT-V108/158M-Polymorphismus einen
Einfluss auf die Wirksamkeit bestimmter
Medikamente (z.B. Mirtazapin, Methylphenidat) hat.
COMT spielt eine wichtige Rolle im Abbau catecholaminhaltiger Notfallmedikamente (z.B. Epinephrin)
oder Parkinson-Therapeutika (z.B. Dopamin). Zudem
wurde in einer Studie von Baune et al. gezeigt, dass
Patienten mit mindestens einem COMT-108/158 ValAllel besser auf die Therapie mit Psychopharmaka
ansprachen als Patienten mit dem COMT-108/158
Met-Allel.
Indikation
Catecholamin-Metabolismus, Abklärung der Wirksamkeit catecholaminerger Neurotransmitter (z.B. LDopamin, Adrenalin, Epinephrin)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
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Pharmakogenetik
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Arzneimittelunverträglichkeiten
(ICD-10 Code: [T88.7])
Auftrag: Nachweis COMT-p.V108/158MPolymorphismus
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA-Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird ein Abschnitt des COMTGens amplifiziert. Der Nachweis des Polymorphismus
erfolgt durch Restriktionsanalyse.
Dauer der Untersuchung
ca. 1 Woche
Literatur
Haase-Feilitz et al, J Am Soc Nephrol 20:1393 (2009) / Baune
et al, Neuropsychopharmacology 33:924 (2008) / Kereszturi
et al, Am J Med Genet B Neuropsychiatr Genet 147B:1431
(2008) / Justenhoven et al, Breast Cancer Res Treat 108:137
(2008)/ Szegedi et al, Pharmacogenomics J 5:49 (2005)
Chemotherapie-Toxizität
(allgemeiner Überblick)
Dipl.-Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Viele in der Onkologie eingesetzte Chemotherapeutika
können gravierende, potentiell lebensbedrohliche
Nebenwirkungen hervorrufen. Genetisch bedingte
Enzymdefizienzen können einen verzögerten Wirkstoffabbau zur Folge haben, der zu einer
Akkumulation des Arzneimittels im Körper und letztlich zu Intoxikationen führen kann. Eine pharmakogenetische Untersuchung vor Beginn oder während
einer Chemotherapie bietet die Möglichkeit einer
individuellen Dosisanpassung unter Vermeidung von
Toxizitätsrisiken.
Chemotherapie: Paclitaxel-Therapie [T88.7]
OMIM-Nummer: 601129 (CYP2C8)
Dipl. - Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Enzym CYP2C8 ist wesentlich am Metabolismus
des Chemotherapeutikums Paclitaxel beteiligt.
Varianten im CYP2C8-Gen können zu einer reduzierten Enzymaktivität führen.
Das CYP2C8*3-Allel führt zu einer Verminderung der
Enzymaktivität auf bis zu 15% des Normwerts. Ca.
13% der kaukasischen Bevölkerungsgruppe sind
heterozygot, etwa 1,7% homozygot für das CYP2C8*3Allel. In beiden Fällen können Toxizitäten bei Therapie
mit Paclitaxel auftreten. Die Bestimmung des CYP2C8-
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Genotyps vor Therapiebeginn eröffnet die Möglichkeit
einer individuellen Dosisanpassung von Paclitaxel
sowie die Vermeidung von Nebenwirkungen.
Indikation
(geplante) Chemotherapie mit Paclitaxel
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Paclitaxel-Toxizität (ICD-10 Code: [T88.7])
Auftrag: Nachweis CYP2C8*3-Allel
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden
CYP2C8-Gens sequenziert.
Exon 3 und 8 des
Dauer der Untersuchung
ca. 1 Woche
Eilanalytik nach Rücksprache
Literatur
Rodríguez-Antona, Pharmacogenomics 11:621 (2010)/Gréen
et al, Basic Clin Pharmacol Toxicol 104:130 (2009) /Spratlin et
al, Crit Rev Onc (Haem 61:222 (2007)/ Dai et al,
Pharmacogenetics 11:597 (2001)
Chemotherapie: Tamoxifen-Therapie [T88.7]
OMIM-Nummer: 608902, 124030 (CYP2D6)
Dipl. - Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Der Wirkstoff Tamoxifen ist ein Prodrug, dass im
Körper in den aktiven Metaboliten Endoxifen umgewandelt wird. Dabei spielt das polymorphe Enzym
CYP2D6 eine wichtige Rolle. Einige Studien haben
gezeigt, dass Patientinnen mit funktionell beeinträchtigten CYP2D6-Allelen weniger von einer Behandlung
mit Tamoxifen profitierten als Patientinnen mit zwei
funktionellen Allelen. Da diese Ergebnisse jedoch
nicht in allen Studien reproduzierbar waren, wird eine
routinemäßige CYP2D6-Genotypisierung zur Beurteilung
der Wirksamkeit einer Tamoxifenbehandlung derzeit
nicht empfohlen (2011 NCCN Guidelines for Breast
Cancer). Besonders die Subanalyse der Breast
International Group (BIG) 1-98-Studie sowie der
ATAC-Studie fanden keine Assoziation zwischen
CYP2D6-Status and erkrankungsfreier Überlebenszeit
unter Tamoxifen-behandelten Patientinnen. Zur Überprüfung der bislang erhobenen Daten sind weitere
Studien nötig.
Alle Daten zur Assoziation zwischen CYP2D6-Genotyp
und Tamoxifen-Therapieprognose wurden nur an
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Pharmakogenetik
postmenopausalen Frauen erhoben. Nach derzeitiger
Datenlage kann im speziellen Einzelfall, z.B. bei Frauen
mit Hochrisiko-Klassifizierung, die Tamoxifen anstelle
eines Aromatase-Inhibitors nutzen möchten, die
CYP2D6-Untersuchung in Erwägung gezogen werden,
um ein CYP2D6-Genotyp-assoziiertes Restrisiko für ein
Rezidiv zu minimieren (San Antonio Breast Cancer
Symposium, SABCS 2011). Aufgrund fehlender
Studien und Alternativ-Medikation im prämenopausalen Bereich sollte die Untersuchung bei diesen
Patientinnen keinesfalls angefordert werden.
Literatur
Saladores et al, Expert Rev. Mol. Diagn. 358:13, (2013) / Rae
et al, J Natl Cancer Inst 104:1 (2012) / Regan et al J Natl Cancer
Inst 104:1 (2012) / Kelly et al, J Natl Cancer Inst 104 (2012) /
Swen et al, Clin Pharmacol Ther 89:662 (2011) / Mürdter et al,
Clin Phar Ther 89:708 (2011)
Leyland-Jones B, Regan MM, Bouzk M, et al. Outcome according to CYP2D6 genotype among postmenopausal women
with endocrineresponsive early invasive breast cancer randomized in the BIG 1-98 trial. Presented at: 33rd Annual San
Antonio Breast Cancer Symposium; December 9-12, 2010; San
Antonio, TX.
Rae JM, Drury S, Hayes DF, et al. Lack of correlation between
gene variants in tamoxifen metabolizing enzymes with primary endpoints in the ATAC trial. Presented at: 33rd Annual San
Antonio Breast Cancer Symposium; December 9-12, 2010; San
Antonio, TX.
Chemotherapie: 5-FU-Therapie [T88.7]
OMIM-Nummer: 274270, 612779 (DP[Y]D)
Dipl. - Biol. Birgit Busse
Schema der Metabolisierung von Tamoxifen (mod. n.
Goetz et al, Clin Pharmacol Ther, 2008)
Indikation
V.a. Tamoxifen-Resistenz bei postmenopausalen
Patientinnen
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Tamoxifen-Resistenz ICD-10 Code: [T88.7)
Auftrag: CYP2D6 Stufe I
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA werden nach spezifischer PCR-Amplifikation des CYP2D6-Gens die Exons 1
und 3-6 einschließlich Spleißstellen und angrenzender
Intronbereiche sequenziert. Der Nachweis der
CYP2D6-Gendeletion erfolgt durch Gelelektrophorese.
Wissenschaftlicher Hintergrund
Dihydropyrimidin-Dehydrogenase (DPD) ist das
geschwindigkeitsbestimmende Enzym beim Abbau
des Chemotherapeutikums 5-Fluorouracil (5-FU) und
dessen Prodrugs. Circa 80% der zugeführten 5-FUDosis werden über DPD verstoffwechselt. Verschiedene
Varianten im DPD-Gen führen zu einer DPD-Defizienz,
wodurch der Metabolismus von DPD-Substraten eingeschränkt ist. Patienten mit DPD-Mutationen tragen
ein erhöhtes Risiko, schwere Toxizitäten unter 5-FUTherapie zu entwickeln. Neben der gut charakterisierten Exon 14-Skipping-Mutation wurde auch für andere Mutationen im DPD-Gen ein Zusammenhang zur 5FU-Toxizität gezeigt. Die DPD-Genotypisierung kann
dazu beitragen, die Gefahr schwerwiegender
Nebenwirkungen unter 5-FU-Therapie zu reduzieren.
Die Diagnostik im DPD-Gen kann als Stufendiagnostik
angefordert werden, wobei in Stufe I die Exon-14Skipping-Mutation untersucht wird, während in Stufe
II weitere, häufiger in Kontext mit 5-FU-Toxizität
beschriebene Mutationen detektiert werden.
Kombiniert heterozygote oder homozygote
Mutationen im DPD-Gen führen zum klinischen Bild
der hereditären Thymin-Uracilurie bzw. familiären
Pyrimidinämie.
Dauer der Untersuchung
ca. 2 Wochen
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Pharmakogenetik
Chemotherapie: Azathioprin-Therapie [T88.7]
OMIM-Nummer: 610460, 187680 (TPMT)
Dipl. - Biol. Birgit Busse
Schematische Darstellung des Mechanismus und der
funktionellen Konsequenz der Exon-14-SkippingMutation im DPD-Gen
Indikation
(geplante) Chemotherapie mit 5-FU, Capecitabin
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: 5-FU-Toxizität (ICD-10 Code: [T88.7])
Auftrag:
Stufe I: DPD*2A (Exon 14-Skipping-Mutation)
und/oder
Stufe II: Mutationsuche DPD-Gen
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Enzym Thiopurin-S-Methyltransferase (TPMT)
katalysiert die Addition einer Methylgruppe an die
jeweilige Sulfhydrylgruppe von Thiopurinen wie
Azathioprin, Mercaptopurin (6-MP) und Thioguanin
(6-TG). Diese Methylierung verhindert den Einbau der
Nukleotidanaloga in die DNA bzw. RNA während der
Nukleinsäuresynthese und ist somit eine entscheidende Reaktion für die Inaktivierung zytotoxischer
Verbindungen.
Varianten im TPMT-Gen führen zu einer EnzymDefizienz, wodurch die Inaktivierung der Thiopurine
beeinträchtigt wird. Eine Akkumulation von
Thioguanin-Nukleotiden im hämatopoetischen
Gewebe kann zu Myelosuppression mit tödlichem
Ausgang führen. Die Allelevarianten TPMT*2,*3A,*3B
und *3C sind die häufigste Ursache einer genetisch
bedingten TPMT-Defizienz. Die Bestimmung des
TPMT-Genotyps vor Therapiebeginn eröffnet die
Möglichkeit einer individuellen Dosisanpassung und
die Vermeidung von unerwünschten Wirkungen. Die
FDA hat den Zusammenhang zwischen Enzymaktivität,
Genotyp und Dosierung bereits in die Warnhinweise
der Arzneimittelinformation aufgenommen.
Material
1 ml EDTA Blut
Methode
Stufe I: Aus genomischer DNA wird Exon 14 des DPDGens amplifiziert. Der Nachweis der Exon 14-Skipping
Mutation erfolgt mittels Restriktionsanalyse
Stufe II: Aus genomischer DNA werden die entsprechenden Exons des DPD-Gens einschließlich Spleißstellen
und angrenzenden Intronbereichen sequenziert. Es
werden die Allele DPD*3, *4, *5A, *7, *8, *9, *12, *13,
M166V, D949V-Allele untersucht.
Methylierung von
(Reaktionsschema)
6-Mercaptopurin
durch
TPMT
Dauer der Untersuchung
Stufe I: 5 Tage, Eilanalytik 3 Tage
Stufe II: ca. 2 Wochen
Literatur
Saif MW,Cancer Genomics Proteomics, 10:89 (2013) /
Fachinformation FLUOROURACIL-GRY® / Swen et al, Clin
Pharmacol Ther 89:662 (2011) / Eidsen et al, Curr Pharm Pers
Med 7: 275, (2009)/van Kuilenburg et al, Hum Genet 125:581
(2009) / Schwab et al, J Clin Oncol. 26:2131 (2008) / van
Kuilenburg et al, Nucleosides, Nucleotides, and Nucleic Acids,
27:692 (2008) / Gross et al, PLoS One 3:e4003 (2008) / van
Kuilenburg, Cancer Invest 24:215 (2006)
266
Häufigkeitsverteilung der TPMT-Enzymaktivitäten in der
kaukasischen Bevölkerung (mod. n. Eichelbaum et al,
Annu Rev Med 57:119, 2006). Schnelle Metaboliserer
(TPMT-Wildtyp oder sog. TPMT*1-Allel) haben eine deutlich höhere Enzymaktivität als intermediäre (heterozygote Anlageträger für TPMT-Defizienz) und langsame
(homozygote Anlageträger) Metabolisierer.
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Pharmakogenetik
Empfohlene Dosisanpassung für 6-MP und Azathioprin
entsprechend des TPMT-Metabolisierertyps (Krynetsky &
Evans, Pharmacology 61:136, 2000; Brockmöller et al, Eur
J Clin Pharacol 64:133, 2008).
Indikation
(geplante) Chemotherapie mit
Thiopurinen
(Azathioprin, Mercaptopurin (6-MP), 6-Thioguanin (6TG)
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: TPMT-Defizienz (ICD-10 Code: [T88.7])
Auftrag: Nachweis TPMT*2 ,*3-Allele
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA Blut
Methode
Aus genomischer DNA werden die Exons 4, 6 und 9
des TPMT-Gens sequenziert und auf die Mutationen
der TPMT*2 (rs1800462),*3A,*3B (rs1800460),*3C
(1142345),*3D,*7,*8,*10,*15,*16 untersucht.
Dauer der Untersuchung
ca. 7 Tage, Eilanalytik möglich
Literatur
Swen et al, Clin Pharmacol Ther 89:662 (2011) / Relling et al,
Clin Phar Ther 89:387 (2011)/ Ford et al, J Clin Pathol 63:295
(2010)/Brockmöller et al, Eur J Clin Pharmacol 64:133 (2008) /
Gardiner et al, Clin Gastroenterol Hepatol 6:654 (2008)
Chemotherapie: Iriniotecan-Therapie [T88.7]
OMIM-Nummer: 191740 (UGT1A1)
Dipl. - Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Das Enzym UDP-Glucuronyltransferase 1A1 (UGT1A1)
ist entscheidend am enzymatischen Abbau von
Irinotecan, einem Topoisomerase I-Inhibitor beteiligt.
Durch Glucuronidierung wird der aktive Metabolit von
SN38 in das inaktive SN38G-Molekül überführt und
kann so hepatobiliär bzw. renal ausgeschieden werden. Eine Dinukleotid-Expansion im Promoterbereich
des UGT1A1-Gens senkt die Synthese des Enzyms auf
ca. 30% des Normwerts (vgl. Gilbert-Syndrom).
Dadurch kann der Detoxifikationsprozess für SN38 nur
noch eingeschränkt stattfinden. Die Akkumulation
von SN38 im Organismus führt zu schweren
Nebenwirkungen, wie Myelosuppression und schlecht
behandelbarer Diarrhoe, wodurch Tumorpatienten
zusätzlich geschwächt werden. Die Bestimmung des
UGT1A1-Genotyps vor Therapiebeginn eröffnet die
Möglichkeit einer individuellen Dosisanpassung und
die Vermeidung von unerwünschten Wirkungen. Die
FDA hat den Zusammenhang zwischen Enzymaktivität, Genotyp und Dosierung bereits in die
Warnhinweise der Arzneimittelinformation aufgenommen.
Indikation
(geplante) Chemotherapie mit Irinotecan
Anforderung
Ü-Schein Muster 10 mit folgenden Angaben
Ausnahmekennziffer: 32010
Diagnose: Irinotecan-Toxizität (ICD-10 Code: [E88.7])
Auftrag: Nachweis UGT1A1*28-Allel
Hinweis: Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß
GenDG erforderlich
Material
1 ml EDTA Blut
Methode
Aus genomischer DNA wird die Promotorregion des
UGT1A1-Gens sequenziert.
Dauer der Untersuchung
ca. 5 Tage, Eilanalytik möglich
Literatur
Swen et al, Clin Pharmacol Ther 89:662 (2011) / Freyer et al,
Anticancer Res. 31:359 (2011)/Perera et al, Pharmacotherapy
28:755 (2008) /Hoskin et al, J Natl Cancer Inst 99:1290 (2007)/
Hasegawa et al, Ann New York Acad Science 1086:223
(2006)/Innocenti et al, Drug Metabolism and Disposition 29:4
(2001) / Urano et al, Pharmacogenetics 12:183 (2001) /
Clopidogrel-Therapie [T88.7]
OMIM-Nummer: 609535, 124020 (CYP2C19)
Dipl. Biol. Birgit Busse
Wissenschaftlicher Hintergrund
Der Wirkstoff Clopidogrel ist ein Prodrug, das erst im
Körper in einen aktiven Metaboliten umgewandelt
wird. Verschiedene Cytochrom P450-Enzyme sind an
MVZ Martinsried, Lochhamer Str. 29, 82152 Martinsried, www.medizinische-genetik.de, Tel. +49.89.895578-0
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Pharmakogenetik
Material
2 ml EDTA-Blut
dieser Reaktion beteiligt. Die Umwandlung von
Clopidogrel in 2-Oxo-Clopidogrel erfolgt vorwiegend
durch CYP1A2, CYP2C19 und CYP2B6. Die weitere
Umwandlung in den aktiven Metaboliten wird vornehmlich durch CYP3A4, CYP2C19, CYP2B6 und
CYP2C9 vermittelt. Varianten in den Genen der beteiligten Enzyme, die zu einer herabgesetzten
Enzymaktvität führen, können eine ClopidogrelResistenz bedingen. Im Vergleich zu Personen mit
uneingeschränkter Metabolisierungskapazität weisen
Träger von inaktivierenden CYP2C19-Genvarianten
unter Clopidogrel-Gabe eine verringerte Thrombozytenaggregationshemmung und ein höheres Risiko für kardiovaskuläre Ereignisse auf (z.B. Stent-Thrombose,
Schlaganfall oder Herzinfarkt). Für betroffene
Patienten kann eine Dosisanpassung oder eine andere
Medikation (z.B. Prasugrel, Acetylsalicylsäure) in
Erwägung gezogen werden. Aufgrund der Beteiligung
von CYP2C19 an beiden Umwandlungsreaktionen sind
Varianten in diesem Gen für die TherapieWirksamkeit v