doc - ChidS

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„Photosynthesepigmente“
Experimentalvortrag im WS 2007/2008
Hinweis:
Dieses Protokoll stammt von der Seite www.chids.de (Chemie in der Schule).
Dort können unterschiedliche Materialien für den Schulunterricht heruntergeladen werden,
unter anderem hunderte von Experimentalvorträgen so wie der vorliegende:
http://www.chids.de/veranstaltungen/uebungen_experimentalvortrag.html
Ausgearbeitet von:
Katharina Fritsch
Marburg
Seite 2
Inhaltsangabe
Inhaltsangabe ..................................................................................................... 1
1
Fachwissenschaftliche Aspekte .................................................................. 3
1.1
1.1.1
Licht .............................................................................................. 3
1.1.2
Das sichtbare Licht ....................................................................... 4
1.1.3
Farbstofftheorie ............................................................................. 5
1.2
2
Farbigkeit ............................................................................................. 3
Die Photosynthese ............................................................................... 6
1.2.1
Ort der Photosynthese .................................................................. 6
1.2.2
Photosynthesepigmente ............................................................... 7
1.2.2.1
Chlorophyll ............................................................................. 9
1.2.2.2
Carotinoide .......................................................................... 13
1.2.2.2.1
Carotin .............................................................................. 13
1.2.2.2.2
Xanthophylle ..................................................................... 16
1.2.3
Lichtabsorption durch Pigmente.................................................. 17
1.2.4
Die Lichtreaktion ......................................................................... 21
Experimenteller Teil .................................................................................. 23
2.1
Nachweis der Sauerstoffproduktion während der Photosynthese ...... 23
2.2
Herstellung der Blattpigmente ............................................................ 26
2.3
Auftrennung eines Pigmentextraktes ................................................. 28
2.4
Experimente zu den Eigenschaften von Chlorophyll .......................... 36
2.5
Chlorophyllabbau in Koordination zum Vorkommen
von Anthocyanen .......................................................................................... 45
3
2.6
Experimente zu den Eigenschaften von Carotin ................................ 52
2.7
Experimente zu den Eigenschaften von Xanthophyllen ..................... 60
Didaktische Betrachtung des Themas „Photo-synthesepigmente“ für den
Chemieunterricht und Fächer übergreifend für den Biologieunterricht ............. 64
3.1
4
Didaktische Aufarbeitung der Versuche, Lehrplananalyse ................. 64
Literatur ..................................................................................................... 69
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1 Fachwissenschaftliche Aspekte
1.1 Farbigkeit
1.1.1 Licht
Die Grundlage der Photosynthese ist die Absorption von Licht durch die
Photosynthesepigmente. Das Licht trifft in Form von elektromagnetischer
Strahlung auf die Erde und damit auf die Pflanzen. Die elektromagnetische
Strahlung (ΔE) wird von der Sonne durch Fusion von Wasserstoffatomen zu
Heliumatomen gebildet.
4
1
1 H
4
2 He
+ 2 β+ + ΔE
(β+, positiv geladenes Elektron = Positron)
Am Tag erreichen die Erde 1,5 • 1031 kJ Sonnenenergie, wobei die Pflanzen
etwa 0,01% davon für die Photosynthese verbrauchen. Nach der Einsteinschen
Beziehung E= mc2 entsprechen 9 • 1013 kJ einem 1 Kg Sonnenmaterie, so
dass eine Pflanze im Jahr umgerechnet 40 t Sonnenenergie verbraucht.
(Straßburger, 2002)
Bei der Beschreibung der elektromagnetischen Strahlung lässt sich nicht
unterscheiden, ob die Lichtstrahlen aus Wellen oder Teilchen bestehen
(Wellen-Teilchen-Dualismus). Louis de Broglie erkannte im Jahre 1924, dass
das Licht, bestehend aus massebehafteten Teilchen, einen Wellencharakter
besitzt. Ein Teilchen besteht aus Energiepaketen und wird daher als Quant
(lat. quantum = wie groß, wie viel) bezeichnet. Lichtquanten heißen Photonen.
Die Energie eines Quants wird durch die Formel beschrieben:
ΔE = h ν = h c λ-1
h = Planksche Wirkungsrad = 6,626 • 10-34 Js
c = Lichtgeschwindigkeit = 3 • 108 ms-1
λ = Wellenlänge in nm
ν = Frequenz in s-1
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Aus der Gleichung geht hervor, dass die Energie der elektromagnetischen
Strahlung umgekehrt proportional zur Wellenlänge, aber proportional zur
Frequenz ist.
1.1.2 Das sichtbare Licht
Das für das menschliche Auge sichtbare Licht wird auch als „weißes“ Licht
bezeichnet. Das Spektrum des sichtbaren Lichtes erstreckt sich von
380-750 nm. Die vermeintlich weiße Farbe entsteht durch eine Überlagerung
aller Wellenlängen (polychromatisch, gr. poylchromos= Vielfarbigkeit).
Wird weißes Licht mittels eines Prismas gebrochen, so werden die
Wellenlängen aufgrund der Dispersion unterschiedlich stark abgelenkt und in
monochromatisches Licht zerlegt (s. Abb. 1). Für den Menschen werden so die
Spektralfarben violett, blau, türkis, grün, gelb, orange und rot sichtbar. Andere
Anteile, wie das Ultraviolett und Infrarot, die im „weißen“ Sonnenlicht ebenfalls
enthalten sind, werden nicht wahrgenommen.
Abb. 1 : Spektrum der elektromagnetischen Strahlung (Online, chemgapedia.de)
Seite 5
Unterschiedliche Farbeindrücke entstehen, wenn das Licht durch einen
Gegenstand aufgenommen (absorbiert), durch ihn hindurch fällt (transmittiert)
oder zurück geworfen (reflektiert) wird.
Bei weißen Gegenständen wird kein, bei schwarzen Gegenständen alles Licht
absorbiert.
Durchsichtige
Gegenstände
lassen
alles
Licht
hindurch
(Transmission). Absorbiert ein Gegenstand jedoch nur Teile des Lichtes, wirkt
er farbig. Der Farbeindruck ist die Differenz aller eingestrahlten Wellenlängen
abzüglich aller absorbierten Wellenlängen. Die wahrgenommenen Farben, also
den reflektierten Teil, nennt man auch Komplementärfarbe.
Wellenlänge in nm
Farbe
Komplementärfarbe
grünblau
625-740
rot
590- 625
orange
blaugrün
gelb
blau
520- 565
grün
purpurrot
500- 520
grünblau
rot
450-500
blaugrün
orange
430- 450
blau
vvvvvvvv
gelb
380-430
violett
vvvvvvvv
gelbgrün
565- 590
vvvvvvvv
Abb. 2: Spektrum der Farben/Komplementärfarben
1.1.3 Farbstofftheorie
Die Grundlage der heute anerkannten Farbtheorie wurde 1876 von O.N. Witt
formuliert. Witt geht davon aus, dass einzelne chemische Gruppen in einem
aromatischen System für die Farbigkeit verantwortlich sind. Aromatische
Farbstoffe müssen danach aus einem „Auxochromen“ Teil (Elektronendonator
mit einem +M-Effekt), einem „Chromogen“ (delokalisiertes π-Elektronensystem)
und einem „Antiauxochromen“ Teil (Elektronenakzeptor mit einem -M-Effekt)
bestehen. (Online, wikipedia,Farbstofftheorie)
Seite 6
Die um 1930 entwickelte „Mesomerietheorie“ präzisiert die Modellvorstellung
dahingehend, dass sie eine elektronische Anregung von π-Elektronen durch
Licht für die Farbigkeit verantwortlich macht. Die π-Elektronen gehen bei der
Absorption bestimmter Wellenlängen aus einem elektronischen Grundzustand
in einen elektronisch angeregten Zustand über. Nicht mehr einzelne chemische
Gruppen, sondern das gesamte beteiligte π-Elektronen-System ist danach für
die Farbigkeit einer Verbindung verantwortlich.
Die Grundlage der „Mesomerietheorie“ beruht auf der von E. Schrödinger aus
der Quantenmechanik entwickelten „Schrödingergleichung“.
 max 
hc
E
Diese Gleichung besagt, dass mit zunehmender Anzahl an π-Elektronen in
einem System sich der Übergang hin zu längeren Wellenlängen verschiebt.
(Experimentalvortrag Achim Müller, 2000, Marburg)
1.2 Die Photosynthese
1.2.1 Ort der Photosynthese
In allen höheren Pflanzen und (eukariontischen) Algen findet die Photosynthese
innerhalb der Chloroplasten statt. Die Chloroplasten liegen in der Pflanze unter
der Epidermis im Blattmesophyll. Eine Mesophyllzelle enthält durchschnittlich
30 bis 40 verschieden geformte Chloroplasten mit 2-7 µm Durchmesser.
Das Innere der Chloroplasten besteht aus einer Flüssigkeit, dem Stroma,
welches von mindestens zwei Membranen umschlossen wird. Es enthält
lösliche Enzyme und eine bestimmte Membranstruktur, die Thylakoide. Sie
haben die Form abgeflachter Säcke (gr. thylakoid= kleines Säckchen). Ein
Thylakoidstapel wird als Granum bezeichnet. Verschiedene Grana sind durch
Thylakoidmembranbezirke
verbunden,
die
man
als
Stromathylakoide
bezeichnet. Die Thylakoidmembranen trennen den Thylakoidinnenraum vom
Seite 7
Stromaraum. In den Thylakiodmembranen liegen die Photosynthesepigmente,
welche maßgeblich an der Photosynthesereaktion beteiligt sind. Der Aufbau
eines Chloroplasten ist in Abb. 4 dargestellt.
Die gesamte Photosyntheseeinheit befindet sich in der Thylakoidmembran.
Abb. 4: Aufbau eines Chloroplasten aus: Campbell/Reece, 2004
1.2.2 Photosynthesepigmente
Die
Photosynthesepigmente,
ausschließlich
Antennen
in
und
der
Chlorophylle
Thylakoidmenbran
Lichtsammelkomplexen
Photosynthesepigmente
und
Carotinoide,
gebundenen
vor.
Gemeinsamkeiten:
Reaktionszentren,
Strukturell
sie
kommen
verfügen
haben
alle
über
ein
ausgedehntes konjugiertes Doppelbindungssystem. Das heißt, dass die
Doppelbindungen zwischen zwei Kohlenstoffatomen durch eine Einfachbindung
von einander getrennt sind. (Lüttge-Kluge-Bauer 2007)
R
R
Abb. 5: Beispiel für konjugierte Doppelbindungen. Der Kohlenstoff ist sp 2 hybridisiert.
Seite 8
Dabei überlappen die π-Orbitalen einer π-Bindung mit einem p-Orbital eines
sp2-hybridisierten (Kohlenstoff-) Atoms oder mit weiteren π-Orbitalen, je nach
Aufbau des Moleküls. Die π-Elektronen sind dabei nicht an ein C-Atom
gebunden, sondern schwingen ständig zwischen zwei Grenzzuständen hin und
her (delokalisierte π-Elektronen) und absorbieren elektromagnetische Strahlung
(Lüttge-Kluge-Bauer, 2007). Je mehr Doppelbindungen ein System enthält,
desto längerwelligeres Licht wird absorbiert.
Chlorophylle
und
Carotinoide
enthalten
mehr
als
acht
konjugierte
Doppelbindungen in ihrem Kohlenstoffskelett. (vgl. Abb.9 und Abb. 14).
Dadurch erscheinen uns diese Pigmente farbig.
Das grüne Chlorophyll absorbiert Wellenlängen im Bereich von 400-480 nm
(blau) und 630-700 nm (rot). Im Bereich zwischen 480-550 nm (grün) wird kein
Licht absorbiert („Grünlücke“), daher erscheinen Blätter grün.
Die „gelb-orangen“ Carotinoide hingegen absorbieren Wellenlängen im Bereich
von 400-520 nm (blau-grün) und schließen dadurch ein Teil der Grünlücke.
Dadurch kann ein breites Spektrum des Sonnenlichts von der Pflanze genutzt
werden. (Straßburger 2002)
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1.2.2.1 Chlorophyll
Chlorophylle sind, ähnlich dem Hämoglobin und den Cytochromen, durch einen
Porphyrinring charakterisiert. Dieser ist ausschließlich für die Farbigkeit und die
Lichtabsorption der Chlorophylle verantwortlich.
OH
B
A
N
N
Mg
N
Fe
N
N
D
N
N
N
E
H
O
O
COOH
C
O
COOCH3
O
COOH
Fe
Häm a
2+
Mg
2+
Chlorphyll a
O
O
O
O
N
NH
HN
N
Protoporphyrin IX
Abb. 6: Biosynthese von Chlorophyll a und Häm a aus Protoporphyrin IX (nach PD Dr.
Dörnemann, 1996)
Das Porphyringerüst wird aus vier Pyrrolen (Tetrapyrrol) gebildet, welche über
Methinbrücken verknüpft sind. Dieses aus heterozyklischen Fünfringen
bestehende System besitzt 11 konjugierte Doppelbindungen mit leicht
anregbaren π-Elektronen. Als Zentralatom besitzt das Chlorophyll ein
Magnesium-Ion (Mg2+), das mit den Elektronen des Stickstoffatoms zweimal
zwei gleichwertige und nicht zu unterscheidende kovalente Bindungen eingeht,
wobei jeweils zwei Bindungen koordinativ und zwei kovalent ausgebildet sind.
Seite 10
3
5
4
H
N
5
6
7
B
8
2 A
N
HN
1
9
22
21
20
10
23
24
11
19
N
NH
12
C
D
18
2
3
17
Abb. 7: Struktur des Pyrrolrings
4
16
14
15
13
1
Abb. 8: Struktur und Nummerierung des Porphyrinringes
Wie Abb. 8 zeigt, trägt der Porphyrinring eine Reihe von Substituenten, die bei
den Chlorophyllen weitgehend identisch sind.
1) Chlorophyll a und b unterscheiden sich strukturell an Kohlenstoffposition
7. Chlorophyll a trägt dort eine Methylgruppe, Chlorophyll b eine
Aldehydgruppe
2) Der Pyrrolring C ist bei beiden mit einem Cyclopentanonring (Ring E)
verknüpft, der eine Methoxycarbonyl- und eine Carbonyl-Gruppe trägt.
3) Bei Chlorophyll a/ b ist eine Propionsäure-Gruppe an Position 17 mit
dem Alkohol Phytol verestert.
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Somit ergeben sich für Chlorophyll a und b folgende Strukturen:
H
O
7
CH3
B
A
N
N
B
N
Mg
D
N
N
17
Chlorophyll b
E
H
O
C
O
COOCH3
O
Chlorophyll a
Abb. 9: Chlorophyll a besitzt an Position 7 eine Methyl-Gruppe (rot). Zusätzlich soll das
Augenmerk auf dem Cyclopentanonring E liegen, welcher eine zweite Estergruppe trägt.
Chlorophyll b besitzt an Position 7 eine Aldehyd-Gruppe (grün). Verknüpfung mit Phytol (blau)
an Position 17.
Neben der in Abb. 9 gezeigten Struktur kommen die Sterioisomere Chlorophyll
a´ und b´ in geringer Konzentration in den Chloroplasten vor. Diese Isomere
unterscheiden sich in ihrer Steriochemie am C-132-Atom und damit durch ihre
Polarität, aber nicht in ihren Absorptionseigenschaften von den Chlorophyllen a
und b. (Scheer, 1999)
Der Phytolrest, aufgebaut aus einer C20-Kette, verleiht dem Chlorophyllmolekül als zweite Funktionseinheit lipophile/ hydrophobe Eigenschaften. Diese
überwiegen gegenüber den eher hydrophilen Eigenschaften des Propyrinringes.
Dadurch ist Chlorophyll nur in organischen Lösungsmitteln und nicht in Wasser
löslich (G. Richter, 1998).
Diese ambivalenten Eigenschaften sind für den Chloroplast von großer
Bedeutung, da auf Grund dessen der Porphyrinring mit den hydrophilen
Seite 12
Proteinen und der Phytolrest mit hydrophoben Proteinregionen, Phospholipidund auch mit Carotinoid-Molekülen wechsel wirken kann.
In der Natur treten weitere Chlorophyllderivate auf, wie das bei Phaeophyceae
(Braunalgen),
Bacillariophyceae
Cryptophyceae
vorkommende
(Kieselalgen),
Chlorophyll
c.
Xanthophyceae
Dieses
ähnelt
und
strukturell
Chlorophyll a, besitzt aber anstatt eines Phytylrests eine freie CarbonsäureGruppe (Richter 1998). Wird der Phytylrest basisch abgespalten, spricht man
von Chlorophyllin. Dies kommt beispielsweise bei der Hydrolyse von
Chlorophyll durch Lauge vor, wobei auch noch der isocyclische Pentanonring
geöffnet wird. (vgl. Versuch 8)
Bei der Biosynthese und beim Abbau ist der letzte bzw. erste Schritt das
Chlorophyllid, dem der Phytolrest fehlt bei dem der Ring 5 aber intakt ist.
Eine weitere Chlorophyllvariante ist das im Photosystem II als primärer
Akzeptor vorkommende Phaeophytin. Dabei handelt es sich um Chlorophyll a,
welches kein Zentralatom besitzt. Chlorophyll b kann wesentlich schlechter zum
Phaeophytin b umgewandelt werden, da die Aldehydgruppe in Position 7
Elektronen ziehend ist und damit das Zentralatom vermutlich stabilisiert.
O
CHO
H
N
B
A
B
A
N
N
HN
Mg
D
N
N
C
E
H
O
D
O
COOCH3
O
Abb. 10: Chlorophyllid-Chlorophyll
ohne Phytolrest
NH
N
C
E
H2C
H
CH2
O
COOCH3
COOC20H39
Abb. 11: Phaeophytin-Chlorophyll ohne
Mg2+ Zentralatom
Seite 13
1.2.2.2 Carotinoide
Carotinoide sind gelbe, orange bis rot gefärbte Pigmente, deren Struktur ein
Kohlenstoffgerüst (C40H56) aus acht Isopeneinheiten (Tetraterpen) zugrunde
liegt. Isopren ist ein C5- Kohlenwasserstoff mit einer Methylseitengruppe.
Abb. 12: Isopren (2-Methyl-buta-1-3-dien)
Die Carotionoidstruktur ähnelt der des Phytolrestes (Diterpen) des Chlorophylls.
Damit lassen sich auch die hydrophoben/lipophilen Eigenschaften der
Carotinoide erklären.
Für die Farbigkeit der Carotinoide ist das System aus konjugierten
Doppelbindungen, gebildet aus den Isoprenen, verantwortlich. Generell kann
man die Carotinoide in zwei Gruppen aufteilen:
Die Carotine, das sind ungesättigte Kohlenwasserstoffe ohne Heteroatome und
die sauerstoffhaltigen Oxidationsprodukte der Carotine, die Xanthophylle.
Die Xanthophylle kommen sowohl als „Primärcarotinoide“, welche an der
Energiegewinnung
der
Photosynthese
beteiligt
sind,
als
auch
als
„Sekundärcarotinoide“ vor. Sekundärcarotinoide sind jedoch nicht an der
Photosynthese beteiligt, sondern dienen dem Lichtschutz und sind farbgebend
in Blüten und Früchten oder in heterotrophen Organismen wie Hefen und Pilzen.
Eine photosynthetisch aktive Pflanze bildet sie nur unter Stress, wie
Stickstoffmangel oder zu hohe Lichtintensität.
1.2.2.2.1
Carotin
Die typische Farbe der Carotine entsteht während der Biosynthese durch
Zunahme der Doppelbindungen, die durch das Enzym Dasaturase eingeführt
werden. Die Farbvarianz erstreckt sich von dem farblosen Phytoen bis hin zum
roten Lycopin, (Farbstoff der Tomaten) der letzten nicht-cyclischen Vorstufe der
Carotine. Das Enzym Cyclase veranlasst die Enden des Lycopin zu einem
Seite 14
Ringschluss, unter Bildung der für Carotine charakteristischen Jononringe. Je
nach Lage der Doppelbindungen im Jononring entsteht δ- oder γ-Carotin, aus
welchen das α- und β-Carotin gebildet wird. Die Cyclase kann durch Nicotin
gehemmt werden.
Phytoen
Phytofluen
ζ-Carotin
Neurosporin
Lycopin
β-Carotin
α-Carotin
Abb. 13: Biosyntheseweg von α/ß-Carotin ausgehend vom farblosen Phytoen. (Online; unifrankfurt.de, Sandmann)
Seite 15
Bei α-/β-Carotin sind beide Enden zu so genannten Jononringen geschlossen,
beim γ- und δ-Carotin hingegen nur eine Seite. α-/β-Carotin unterscheiden sich
wiederum durch die Lage der Doppelbindungen in den Jononringen. Während
im β-Carotin die Doppelbindungen in den Ringen konjugiert zur Kohlenstoffkette vorliegen (β-Jononstruktur), ist im α-Carotin die Doppelbindung in einem
Kohlenstoffring nicht konjugiert (ε-Jononstruktur).
α-Carotin
ε-Jononstruktur
β-Carotin
β-Jononstruktur
Abb. 14: Struktur von α- und β-Carotin
Wie aus der Struktur zu erkennen, ist β-Carotin symmetrisch aufgebaut und
somit optisch inaktiv. (Richter, 1998)
Spaltet man β-Carotin symmetrisch, entstehen zwei Moleküle Vitamin A. Der
Begriff β-Carotin ist also Synonym mit Provitamin A. α-Carotin ist nicht
symmetrisch aufgebaut. Es ist optisch aktiv. Optische Untersuchungen zeigen,
dass α-Carotin die Ebene das polarisierten Lichtes nach rechts („+“) dreht.
(Richter, 1998)
Seite 16
1.2.2.2.2
Xanthophylle
Xanthophylle sind oxidierte Derivate der Carotine. Sie enthalten im Gegensatz
zu den Carotinen Sauerstoff-Atome, meist in From von Hydroxy-, Oxo-, Epoxy-,
Carboxy-, oder Methoxy-Gruppen. Dadurch entsteht eine Mannigfaltigkeit in der
chemischen Struktur.
Für die Photosynthese von großer Bedeutung sind folgende Xanthophylle:
OH
HO
Abb. 15a: Struktureller Aufbau von Lutein
Lutein hat die α-Carotinstruktur und trägt zwei weitere Hydroxy-Gruppen (3,3´Dihydroxy-α-carotin)
OH
O
O
HO
Abb. 15b: Struktureller Aufbau von Violaxanthin
Im Violaxanthin hat jeder Jononring eine Epoxy- (5,6 und 5´,6´) und eine
Hydroxy-Gruppe (3 und 3´)
HO
O
HO
OH
Abb. 15c: Struktureller Aufbau von Neoxanthin
Im Neoxanthin trägt nur ein Jononring eine Epoxy-Gruppe (5,6). Der zweite
Jononring ist mit dem kettenförmigen Grundgerüst über eine kumulierte
Doppelbindung verbunden und trägt zwei Hydroxy-Gruppen (2´und 4´).
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1.2.3 Lichtabsorption durch Pigmente
Für die Photosynthese werden alle Wellenlängen des sichtbaren Lichtes (380750 nm) absorbiert. Chlorophyll a und b haben jeweils zwei Absorptionsmaxima
und unterscheiden sich durch Funktionellegruppen und daher auch in ihren
Absorptionsspektren (vgl. Abb. 16). Zusammen mit den Carotinoiden werden
diese Antennenpigmente auch akzessorische Pigmente genannt.
Die akzessorische Pigmente kommen hauptsächlich im intramembranen
Lichtsammelkomplex (LHC= light- harvest-complex oder Antennenkomplex) vor.
In den Reaktionszentren, den Orten des photosynthetischen Primärprozesses,
befinden sich Chlorophyll (Chl) a gebunden als P680 (PS II) und P700 (PS I)
Der LHC umgibt die inneren Antennen mit dem Reaktionszentrum. Der äußere
Bereich des LHC besteht aus acht Trimeren. Hier kommt hauptsächlich Chl b
und Carotinoide (Lutein) vor. Nach innen (Core-Komplex= Innere Antenne)
nimmt die Konzentration an Chl b ab und Chl a zu, da die Absorption von Chl b
im langwelligeren Rotlichtbereich höher als die des Ch a ist. Dadurch entsteht
ein Energiegefälle hin zum Reaktionszentrum, so dass die Energie auf das Chl
a des Reaktionszentrums übertragen werden kann. (Lüttge-Kluge-Bauer, 2007)
Als Elektronenakzeptor im Reaktionszentrum ist Phaeophytin vorhanden, das
das Elektron vom Chlorophyll a des P680 übernehmen kann.
Die Photonen des Lichtes werden nur dann von einem Stoff absorbiert, wenn
die Energie der Lichtquanten, nach der Gleichung ΔE = h ν = h c λ -1, der
Energiedifferenz zwischen dem höchstbesetzten Energieniveau der Bindungen
(HOMO= highest ocuppied molecular orbital) und einem, nicht besetzten,
nächst höheren Energieniveau (LUMO= lowest unocuppied molekular orbital)
entspricht. Je größer das konjugierte π-System ist, desto geringer wird der
Abstand zwischen HOMO und LUMO.
Die Elektronen gehen nach der Absorption von einem energetischen
„Grundzustand“ in einen „angeregten Zustand“(*) über. Der angeregte Zustand
ist sehr instabil und hat die Tendenz, in den energieärmeren Grundzustand
Seite 18
zurück zu fallen, wobei die freiwerdende Energie als Wärme oder Fluoreszenz
abgegeben, oder aber in chemische Energie umgewandelt werden kann.
Das Chlorophyll der Antennen kann Photonen des roten (630-750 nm), des
orangen- (570-630 nm) und des blauen- (400-480 nm) Wellenlängenbereiches
absorbieren. Je kürzer die Wellenlänge, je größer ist die Energie und desto
höher
ist
der
angeregte
Zustand.
So
können
Photonen
des
roten
Wellenlängenbereiches das Chlorophyll in den 1 Singulettzustand (S1),
orangen- Wellenlängen in den 2. Singulettzustand (S2) und das blaue Licht bis
in den 3./4. Singulettzustand (S3/S4) anregen. Dabei kommt es nicht zur
Spinumkehr des angeregten Elektrons.
Die Energiedifferenz zwischen Grundzustand (S0) und S3 beträgt 270 kJ mol-1.
Diese Energie muss das Licht aufbringen, um das Molekül anzuregen. Die
Lebensdauer des S3- Zustandes ist mit 10-13-10-15 s sehr kurz und dadurch zu
instabil, um photochemische Arbeit leisten zu können. Das Molekül fällt unter
Abgabe von Wärme in den energieärmern S1 Zustand zurück. Die
Energiedifferenz zwischen dem Grundzustand und S1 beträgt 170 kJ mol-1. Der
S1- Zustand hat eine Lebensdauer von 10-9 –10-11 s, ist daher stabiler und kann
photochemische Arbeit leisten. (Lüttge-Kluge-Bauer, 2007)
Abb. 17: Gegenüberstellung eines Absorptions-, Fluoreszenz-, und Emissions-Spektrum und
das dazugehörige Jablonski-Diagramm nach Werner Schmidt, 1994. Interne Konversion
bezeichnet einen intramolekularen, strahlungslosen Übergang, bei dem Spinumkehr erfolgt.
Dies erfolgt beim intersystem crossing zwischen S1 und T1.
Seite 19
Nach Weiterleitung der Energie innerhalb der Antenne fällt
das angeregte
Molekül wieder in den Grundzustand S0 zurück. Die Energie wird dabei an ein
benachbartes Molekül im LHC über den Förster-Dexter-Mechanismus1 weiter
gegeben (Energietransfer) hin zum Reaktionszentrum. In 6-8% der Fälle wird
die Energie in Form von Fluoreszenz oder Wärme frei. Durch Modulation der
Chlorophylle durch ihre Apo-Proteine kommt es zu einem Energiegefälle hin
zum Reaktionszentrum. Die Reaktionszentren P680 und P700 sind für die
energieärmsten, roten Wellenlängen von jeweils 680 bzw. 700 nm sensibel.
Aus dem S1 Zustand kann zudem ein weiterer, energieärmerer Zustand
resultieren, der erste angeregte Triplettzustand (T1). Beim Einnehmen von T1
kommt es zu einer Spinumkehr des angeregten Elektrons. Es hat dann einen
parallelen Spin zu dem zweiten Elektron auf S0.
Der T1-Zustand hat eine vergleichsweise lange Lebensdauer von 10-4 bis 10-2 s
und kann auch unter Energiezufuhr zurück in den S1 Zustand übergehen und
von dort aus nach S0 zurück fallen (verzögerte Fluoreszenz). Regulär fällt das
Molekül unter Energieabgabe (Phosphoreszenz) in den Grundzustand zurück.
(Lüttge-Kluge-Bauer, 2007) Dabei kommt es wieder zur Spinumkehr, da es
sonst zu einer Verletzung der Hundschen Regel 2 käme.
Der Triplettzustand spielt für die Energiegewinnung der Photosynthese keine
Rolle. Im Gegenteil kann T1-Chlorophyll den natürlich im Triplettzustand
vorkommenden Sauerstoff in den sehr aggressiven und schädigenden
Singulettsauerstoff umwandeln, der das Chlorophyll oxidativ sofort zerstört.
Carotinoide (Car) können die Energie des Singulett-Sauerstoffes oder des
Triplett-Chlorophylls (3Chl) quenchen (eng.quenchen= löschen), ohne dabei
selbst zerstört zu werden und dienen damit als Schutzpigmente.
_________________
1
Der Förster- Transfer beschreibt, dass der Donor bei der Rückkehr in den Grundzustand auf
strahlungslosen Weg durch Resonanz- Kupplung die Elektronen des Akzeptors in den
angeregten Zustand überführt. Im Dexter- Energietransfer wechselt ein angeregtes Elektron des
Donors einen angeregten Zustand des Akzeptors, der dafür ein Elektron des Grundzustandes
auf den Donor überträgt. (Holzwarth, 1990)
Hundschen Regel: „Es wird zuerst jedes Orbital einer Schale so besetzt, dass in jedem Orbital
sich ein Elektron befindet. Danach wird mit den Elektronen entgegengesetzten Spins aufgefüllt.“
(Online; www.chemieseite.de)
2
Seite 20
3Chl*
1O *
2
+ 1Car
Dexter- Mechanismus 1Chl
+ 1Car
Dexter
3Car*
3O
2+
+ 3Car* bzw.
3Car*
(Holzwarth, 1999)
1Car
Des Weiteren können Carotinoide auch als Energiedonor fungieren und Chl in
den angeregten Zustand überführen.
1Chl
+ 1Car*
Dexter- Mechanismus
1Chl*
+ 1Car
(Holzwarth, 1999)
Der Triplettzustand der Carotinoide liegt unterhalb des Energieniveaus des
Triplettzustandes des Chl. Dies ermöglicht die Energieübernahme und die
Rückkehr des Chl in den Grundzustand (S0). Die aufgenommene Energie gibt
das Carotin bei Rückkehr nach S0 als Wärme ab.
Carotinoid
Chlorophyll
1
Energie
1
3
Sauerstoff
Car*
ET
Chl*
Chl*
ET
3
ET
Car*
1
O2*
3
ET
Abb. 18: (Holzwarth, 1999)
Jablonski-Diagramm der
Schutzfunktion von
Carotinoide vor
Triplettzustände und
Singulett-Sauerstoff. (ET=
Elektronentransfer)
Carotin kann als
Energiedonor, sowie als
Energieakzeptor wirken.
O2*
S0
Die Aufgaben der Carotinoide sind also das Abfangen (s.o.) von Radikalen, das
Schließen der „Grünlücke“ durch Absorption von Wellenlängen zwischen 500600 nm und die Funktion als Frucht- und Blütenfarben. Des Weiteren sind sie
am Aufbau einen funktionellen PSII beteiligt.
Seite 21
1.2.4 Die Lichtreaktion
An der Photosynthese sind in der Thylakoidmenbran zwei Photosysteme
beteiligt. Diese Photosysteme werden nach dem Zeitpunkt ihrer Entdeckung in
Photosystem I (PS I) und Photosystem (PS II) unterteilt.
Für die Lichtreaktion bedeutender ist das Photosystem II. Es besteht aus dem
LHC II und dem Kern- (Core-) Komplex und dem Reaktionszentrum mit dem
wasserspaltenden Komplex. Der LCH II besteht aus 6 Chlorophyll-ProteinenKomplexen (LCH IIa, IIb, IIc, IIc´, IId und IIe), von denen mengenmäßig LCH IIb
überwiegt. Er enthält 1/3 aller Proteine und rund 42% des Gesamtchlorophylls.
Räumlich ist der LCH IIb als Trimer angeordnet. Jedes Protein ist dabei mit 1215 Chlorophyll- (Chl a:b = 1,3) und drei Xanthophyll-Molekülen bestückt. Acht
Trimere bilden einen Lichtsammelkomplex. Die übrigen LCH-Komplexe
enthalten etwa 3% des Gesamtchlorophylls. LCH IIa, mit dem CP29 des CoreKomplexes identisch, enthält das meiste Chl a. (Richter, 1998)
Weiter innen gehören dem Core-Komplex das Reaktionszentrum, die
intrinsischen Polypeptide CP 47 und CP 43, welche mit 11-30 Chl a assoziiert
sind,
und
auch
der
extrinsische
wasserspaltende
Komplex
an.
Das
Reaktionszentrum besteht aus den Polypeptiden D1 und D2. D1 bindet das
redoxaktive Chl a P680 (P680, nach der Absorption bei 680 nm benannt) des
Reaktionszentrums. Je zwei Chl a680-Moleküle bilden ein Dimer (special pair),
Phaeophytin und zwei weitere Plastochinone, QA und QB sind am weiteren
Elektronentransport beteiligt, ein β-Carotin hat Strukturfunktion.
Das Reaktionszentrum des PS I besitzt Chl a P700, welches längerwelligeres
Licht (700 nm) absorbiert und recht ähnlich dem Reaktionszentrum II aufgebaut
ist.
Werden die Photosysteme durch Licht angeregt, kommt es hauptsächlich zum
nichtzyklischen, aber auch zum zyklischen Elektronentransport.
Beim nichtzyklischen Elektronentransport werden die Photonen vom PS II
absorbiert und das Chlorophyll P-680 angeregt. Dies gibt ein Elektron an den
primären-Akzeptor Phaeophytin ab und wird somit oxidiert.
Chl a (P680) + hν
Chl a *
Chl a+ + e-
Seite 22
Im Folgenden entzieht ein wasserspaltender Mangankomplex (Mangan-Cluster)
dem Wasser zwei Elektronen und überträgt diese auf das angeregte P-680+*Radikal. Dieser Vorgang wird Photolyse genannt und wurde erstmalig 1939 von
R Hill beobachtet. Die Photolyse setzt bei der Spaltung von zwei
Wassermolekülen molekularen Sauerstoff (O2), 4 Elektronen (e-) und Protonen
(H+) frei. (Campbell, 2003)
2 H2O
Mangankomplex
Phaeophytin
als
4 e - + 4 H+ + O 2
primärer
Akzeptor
überträgt
ein
Elektron
auf
das
Plastohydrochinon A (PQA), welches zwei mal 1 e- auf PQB überträgt. Das
PQB2- nimmt 2 H+ auf und diffundiert über die Thylakoidmenbran zum
Cytochromkomplex (Cytb/f). Dort wird das Plastohydrochinon zu Plastochinon
oxidiert. Die dabei frei werdenden Elektronen werden vom Cyt b/f-Komplex
übernommen und schließlich von einem Rieske-Eisen-Schwefel-Protein auf ein
Plastocyanin (PC) übertragen. Die Protonen, die bei der Übertragung der e - von
PQH2 aufgenommen wurden werden in das Thylakoidlumen zum Aufbau eines
Protonengradienten abgegeben.
Dort werden sie von dem in der Thylakoidmembran liegenden Enzymkomplex
ATP-Synthase (CF1/CF0-Komplex) zur Photophosphorylierung von Adenosindiphosphat (ADP) zum Adenosintriphosphat genutzt.
Mit der Übertragung auf das Plastocyanin (PC) haben die Elektronen das
Redoxpotential des P700 erreicht und können somit auf das PS I übertragen
werden.
Das oxidierte P- 700+*-Radikal nimmt die Elektronen vom PC, überträgt sie auf
einen primären- Akzeptor und kehrt in den Grundzustand (S0) zurück. Der
Akzeptor
überträgt
dann
die
Elektronen
über
eine
weitere
Elektronentansportkette auf das im Stroma liegende Eisen-Schwefel-Protein
Ferredoxin. Ferredoxin übernimmt die Rolle des Elektronendornators für NADP+
(Nicotinamidadenin-dinucletidphosphat). NADP+ nimmt dabei unter Bildung von
NADPH+ H+ zwei Elektronen und 2 Protonen auf.
ATP dient als chemische Energiequelle und NADPH+ H+ als Reduktionsmittel
für die Dunkelreaktion.
Seite 23
2 Experimenteller Teil
2.1 Nachweis der Sauerstoffproduktion während der
Photosynthese
Versuch 1: Sauerstoffnachweis mit Indigoblau
Zusammenfassung:
Während der Lichtreaktion kommt es zur Spaltung von Wasser. Die Elektronen
werden in das Photosystem II bzw. I eingeschleust, die Protonen zum Aufbau
des Protonengradienten verwendet. Der Sauerstoff hingegen wird elementar an
die Umwelt abgegeben. Als Nachweis wird das reduzierte Leukoindigo durch
den bei der Photosynthese entstandenen Sauerstoff zu Indigoblau oxidiert.
Geräte:

Becherglas (250 mL)

Messzylinder (100 mL)

2x Schraubdeckelgläser (100 mL)

Waage, Alufolie, Mörser, Starklichtlampe
Chemikalien:
Substanz
Gefahrensymbol
R-Satz
S-Satz
Indigoblau
Xi
36/37/38
26-36
Kalilauge c= 0,1 mol/L
Xi
36/38
26
Ethanol
F
11
7-16
Wasser
-
-
-
Natriumdithionit
Xn
7-22-31
7/8-26-28.1-43.6
Material:
Wasserpest (Elodea candensis)
Seite 24
Durchführung: (H. Meier)
Herstellung der Indigolösung:
In einem Mörser werden 6 g Indigo mit ca. 1-2 mL Ethanol und 6 mL
Natronlauge (w= 0,1) verrieben. Die Suspension wird anschließend mit 200 mL
Wasser vermischt und in einem 70 °C warmen Wasserbad gelöst. Zu der
blauen Flüssigkeit gibt man einige Spatelspitzen Natriumdithionit, bis sich die
Lösung gelb färbt. Achtung, nach jeder Zugabe umrühren, um eine
Überdosierung von Natriumdithionit zu vermeiden.
Die zwei Schraubdeckelgläser werden mit je 10 mL kohlensäurehaltigen
Mineralwasser befüllt und mit je einem Spross Elodea canadensis versehen.
Anschließend befüllt man das Glas mit der gelben Lösung und schraubt den
Deckel nicht ganz zu, um eine Druckausgleich zu gewährleisten. Eines der
Gläser wird mit Alufolie umwickelt und dunkel gestellt. Das andere Glas wird ca.
90 Min. mit einer starken Lichtquelle beleuchtet.
Entsorgung:
Alle Ansätze neutral zu den organischen Lösungsmittelabfällen geben.
Beobachtung:
Nach ca. 60 Min. Belichtungszeit bilden sich, ausgehend von der Pflanze, blaue
Schlieren.
Abb. 22: rechts Ansatz vor der Belichtung und lichtgeschützter Ansatz: Blaufärbung nur an der
Oberfläche, induziert durch Luftsauerstoff. Links: Blaue Schlieren in der ganzen Flüssigkeit
Seite 25
Auswertung:
Die Blaufärbung weist auf Sauerstoffproduktion während der Photosynthese hin,
wie die nachfolgenden Reaktionsgleichungen belegen:
1. Natriumdithionit reduziert Indigo zu dem gelben Leukoindigo
OH
OH
H
N
+3
+
N
H
2S2O4 (aq)+
2 OH
H
N
-
+
(aq)
N
H
O
+4
2-
SO3 (aq)
OH
Indigo
Leukoindigo
Dithionit
2. Sauerstoff oxidiert das gelbe Leukoindigo zu Indigoblau
OH
H
N
2
N
H
OH
Leukoindigo
OH
H
N
+ O2
+ 2 H2O
N
H
O
Indigo
Sauerstoff wird bei der Photolyse von Wasser frei. Die Protonen und Elektronen
werden im Photosystem II/I bzw. ATPase verbraucht. Der Sauerstoff kann von
der Pflanze nicht umgesetzt werden und wird als Abfallprodukt an die Umwelt
abgegeben.
Das Mineralwasser dient als CO2-Quelle. Das Kohlendioxid wird von der
Pflanze fixiert und in der Dunkelreaktion in Kohlenhydrate umgewandelt.
Seite 26
2.2 Herstellung der Blattpigmente
Versuch 2: Darstellung eines Chlorophyllextraktes durch
Heißextraktion
Zusammenfassung:
Durch Aufkochen des Blattmaterials mit einem polaren Lösungsmittel werden
die
Blattpigmente
aus
der
Zellstruktur
herausgelöst.
In
dem
„Chlorophyllextrakt“ sind Chlorophylle sowie Carotinoide gelöst. Die Gewinnung
von reinem Chlorophyll kann bei dieser Extraktion nicht erfolgen.
Beispiele für gut einsetzbare polare Lösungsmittel sind: Methanol, wässriges
Aceton und bedingt Ethanol.
Geräte:

Messer

Becherglas (200 mL)

Becherglas (500 mL)

verschließbares Gefäß (ca. 200 mL)

Heizplatte

Siedesteine

Siedestab
Chemikalien:
Substanz
Siedepunkt
Gefahren-
R-Satz
S-Satz
11-23/24/25-39/
7-16-36/
23/24/25
37-45
-
-
symbole
Methanol
Magnesiumhydroxidcarbonat
64 °C
-
F, T
-
Seite 27
Material:
Grüne Blätter von Spinat (Spinacia oleracea), Erbse (Pisum sativum),
Brennnessel
(Urtica
dioica),
Blaualgen
(Spirulina)
oder
Grünalgen
(Scenedesmus)
Durchführung: (Skript: Kernmodul 4)
Vor der Extraktion müssen ca. 10 g Blattmaterial mit einem Messer in feine
Streifen geschnitten werden, dadurch erhöht sich die Oberfläche. Pigmente und
andere Zellbestandteile können besser heraus gelöst werden.
Die Extraktion im Abzug durchführen!
Zu dem fein geschnittenen Blattmaterial wird in ein Becherglas ca. 20 mL
gegeben. Zur Pufferung der Säure gibt man eine Spatelspitze schwachalkalisches Magnesiumhydroxidcarbonat zu dem Blattmaterial, um eine
wesentliche Phaeophytinbildung zu verhindern.
Anschließend wird das Becherglas in einem Wasserbad (mit Siedesteinen),
auf 70 °C erhitzt, bis das Methanol siedet. Ist das Methanol dunkel grün gefärbt,
wird es in ein verschließbares Gefäß dekantiert. Die Extraktion drei bis viermal
wiederholen.
Nach der Extraktion kann der „Chlorophyllextrakt“ abrotiert und je nach
Verwendungszweck in Aceton oder Ethanol aufgenommen werden.
Die Chlorophylllösung wird verschlossen im Kühlschrank aufbewahrt.
Beobachtung:
Kurz nach dem das Blattmaterial übergossen wurde, färbt sich das Aceton
grünlich. Bei dem Erhitzen intensiviert sich die grüne Farbe. Das Blattmaterial
entfärbt sich nach mehrmaliger Extraktion und wird weiß.
Anmerkung:
Durch einen pH-Wert < 5 bei der Extraktion kann es zur unerwünschten
Umwandlung des Chlorophylls in Phaeophytin kommen, da das Mg 2+-Ion
heraus gelöst und durch H+ ersetzt wird ( siehe Versuch 9 ).
Seite 28
Neben der Heißextraktion gibt es auch die Möglichkeit der Kaltextraktion. Dies
ist ein beliebter Schulversuch, bei dem das Blattmaterial mit Seesand zerrieben,
mit Aceton aufgenommen und nach einiger Zeit abfiltriert wird. Eine
Verunreinigung durch Mineralien des Seesands ist nicht zu vermeiden. Dies
könnte sich auf weitere Versuche wie z.B. der Magnesiumnachweis mit
Titangelb auswirken.
2.3 Auftrennung eines Pigmentextraktes
Versuch 3: Dünnschichtchromatographie der
Blattpigmente
Zusammenfassung:
Bei der Dünnschichtchromatographie (DC) wird ein Stoffgemisch durch eine
mobile Phase (Lösungsmittelgemisch) an einer stationären Phase (Wasser auf
Kieselgel) aufgetrennt. Allgemein kann man feststellen, dass je unpolarer das
Lösungsmittel, desto weiter laufen unpolare Stoffe mit der Laufmittelfront mit.
Allgemein gilt: „Gleiches löst sich in Gleichem“
Geräte:

DC-Kammer

DC-Alufolie 5x10 cm Kieselgel 60 F254 , Merck

Eppendorfpipette (10- 100 γL) ggf. Glaskapillare

Petrischale

Fön, Bleistift, Lineal

3x Messpipetten: 100 mL, 10 mL, 0,25 mL
Seite 29
Chemikalien:
Substanzen
Gefahrensymbole R-Satz
S-Satz
Aceton
F, Xi
11-36-66-67
9-16-26
Petrolether
F, Xn, N
2-Propanol
F, Xi
11-38-48/2051/53-62-65-67
11-36-67
16-23.2-24-3336/37-61-62
7-16-24/25-26
Wasser
-
-
-
ChlorophyllMethanol-Extrakt
F, T
11-23/24/25-39/
23/24/25
7-16-36/37-45
Durchführung: (Skript: Kernmodul 4)
Herstellung des Fließmittels:
10 mL 2-Propanol werden mit 0,25 mL entionisiertem Wasser und 100 mL
Petrolether vermischt. Das Lösungsmittelgemisch 10 Min. vor Versuchsbeginn
in die DC-Kammer füllen und Kammer verschließen.
Auftragen des „Chlorophyll-Methanol Extraktes“:
Wegen Lösungsmitteldämpfen im Abzug arbeiten!
Auf eine frische DC- Platte wird mit einem Bleistift 1 cm über dem unteren Rand
die Startlinie aufgetragen. Dabei darf die Kieselgel-Schicht nicht beschädigt
werden.
Auf die Startlinie wird mit einer Eppendorfpipette (10 µL) mehrmals der
„Chlorophyllextrakt“ in einer Linie
aufgetragen. Links und rechts wird ein
Abstand von 1 cm zum Rand ausgelassen.
Nach jedem Auftragen wird die Substanz mit einem Fön auf der niedrigsten
Wärmestufe getrocknet.
Sind ca. 200–300 µL aufgetragen, muss die aufgetragene Substanzlinie zu
einer einheitlichen Front zusammen geschoben werden. Dazu gibt man in eine
Petrischale ca. 2 mm hoch Aceton und stellt die DC- Platte aufrecht hinein.
Nach kurzer Zeit ist das Substanzgemisch zu einer einheitlichen Linie
zusammen geschoben. Danach wird die DC-Platte mit dem Fön getrocknet.
Seite 30
Nun ist die DC-Platte fertig und kann aufrecht in das Lösungsmittel der DCKammer gestellt werden, welche danach schnell wieder verschlossen wird, um
die Dampfsättigung zu wahren.
Die Laufmittelmittelfront läuft bis max. 1 cm unter den oberen Rand. Nach
Beendigung wird sie auf 80 % der der Laufstrecke mit einem Bleistift markiert.
Zur Gewinnung der Reinsubstanzen können nach der Auftrennung die Banden
einzeln extrahiert werden. Dazu kratzt man mit einem Spatel vorsichtig die
gewünschte Bande ab, gibt das Kieselgel in ein Zentrifugenglas und befüllt es
mit Aceton. Nach dem Zentrifugieren erhält man die Reinsubstanz im
Überstand.
Entsorgung:
Das Fließmittel wird in einen Behälter für organische Lösungsmittel gegeben.
Die DC- Platte wird in den Feststoffbehälter entsorgt.
Beobachtung:
Nach ca. 20 Min. ist die DC fertig. An oberster Stelle ist eine gelbe Linie, gefolgt
von einer braunen-, drei grünen- und drei gelben-Linien, zu erkennen.
Abb. 23: Chromatographische Auftrennung eines Chlorophyll-Extraktes aus Spinat. Von oben:
β-Carotin, Phaeophytin, Chl a, Chl b´, Chl b, Lutein, Violaxanthin, Neoxanthin
Auswertung:
Der „Chlorophyllextrakt“ trennt sich wie folgt auf:
Seite 31
Stoff
Entfernung
Rf - Wert
vom Start
Laufmittelfront
7,8 cm
1
β-Carotin
6 cm
0,76
Phaeophytin
4,3 cm
0,55
Chlorophyll a
3,9 cm
0,5
Chlorophyll b´
3,1 cm
0,39
Chlorophyll b
2,8 cm
0,35
Lutein
2,1 cm
0,26
Violaxanthin
1,1 cm
0,14
Neoxanthin
0,5 cm
0,06
Der Rf- Wert charakterisiert jede Verbindung. Er wird wie folgt berechnet:
Laufmittelfront
Rf = P / L
L
Pigment
P
Startlinie
Abb. 24: Dünnschichtchromatogramm und Definition des R f-Wertes (Kernmodul 4-Skript, 2007,
Universität-Marburg)
Das Lösungsmittelgemisch bestand hauptsächlich aus dem aprotisch (gibt
keine Protonen ab) unpolaren (besitzt keine polare Gruppen) Petrolether,
gemischt mit etwas protisch (kann Protonen abgeben) polarem Isopropanol,
und einem geringen Teil protisch polarem (Dipol)
Wasser (Lipophob). Das
Wasser dient
stationären Phase.
dabei primär
der
Bildung
der
Da
mengenmäßig der Petrolether überwiegt, kann das Lösungsmittel als unpolar
angesehen
werden.
Die
Auftrennung
bestätigt
die
in
der
Einleitung
Seite 32
beschriebenen Eigenschaften der Photosynthesepigmente: „Gleiches löst sich
im Gleichem“
Neoxanthin und Violaxanthin sind durch ihre Epoxid- und Hydroxid-Gruppen die
polarsten Vertreter der hier aufgefundenen Xanthophylle. Ihre Laufstrecke in
dem unpolaren Fließmittel ist daher recht kurz. Lutein besitzt keine
Epoxidgruppen, ist auf Grund dessen etwas unpolarer und läuft daher etwas
weiter. Oberhalb der Xanthophylle befinden sich die Chlorophylle. Chlorophyll b
ist durch seine Aldehydgruppe etwas polarer als das Chlorophyll a, welches
eine Methylgruppe an der Position 7 aufweist. Es läuft daher unter Chlorophyll a.
Knapp oberhalb Chlorophyll b kommt Chlorophyll b´. Dies ist ein Stereoisomer
des Chlorophyll b. Darüber laufen die etwas unpolareren Chlorophyll a und
Chlorophyll a´. Das Metalllose Phaeophytin a ist unpolarer als Chlorophyll a.
Phaeophytin b wird nicht gebildet. β-Carotin, das keine Sauerstoffgruppen
aufweist, ist das unpolarste Photosynthesepigment und läuft daher im
unpolaren Fließmittel am Weitesten.
Seite 33
Versuch 8: Verseifung von Chlorophyll
Zusammenfassung:
Nach der chromatographischen Auftrennung folgt nun eine Methode zur
nasschemischen Auftrennung der Blattpigmente. Dabei werden die Pigmente
durch
das
Lösen
in
verschieden
polaren
Lösungsmitteln
und
durch
anschließende basische Hydrolyse des Chlorophylls von einander getrennt.
Geräte:

Reagenzglas

Stopfen

Pasteurpipette
Chemikalien:
Substanzen
Gefahrensymbole R-Satz
S-Satz
Methanol
F, T
7-16-36/37-45
11-23/24/2539/23/24/25
Kaliumhydroxid
C
22-35
26-36/37/39-45
Chlorophyll-
F, T
11-23/24/25-
7-16-36/37-45
Methanol-Extrakt
39/23/24/25
Durchführung: ( A. Wild)
In einem Reagenzglas werden 3 mL konzentriertes Chlorophyll-Extrakt mit 1 mL
gesättigter
methanolischer
Kalilauge
versetzt.
Das
Reagenzglas
wird
verschlossen und kräftig geschüttelt.
Entsorgung:
Alles in die organischen Lösungsmittelabfälle entsorgen
Beobachtung:
Ist die Konzentration an Chlorophyll hoch kann man eine leichte Schaumbildung
erkennen.
Seite 34
Auswertung:
Es kommt zu einer Verseifung (Hydrolyse) der Estergruppen. Enzymatisch
kommt
es
nur
zu
einer
Verseifung
der
Estergruppe
am
Phytolrest
(Chlorophyllid). Nasschemisch erfolgt eine Verseifung beider Estergruppen (am
Phytol und am isocyclischen Pentanonring).
O
O
R
C20 H39
O
OH
R
O
OH
H
O
H
OH
O
R
C20 H39
O
OH
C20 H39
C20 H39
O
OH
R
+
OH
Im ersten Schritt schiebt das Hydroxid die Elektronendichte der Lauge
(e- Dichte) zu dem Carbolylkohlenstoff. Es folgt eine Elektronendichteverschiebung
hin
zum
Sauerstoff.
Das
freie
Elektronenpaar
des
Carbonylsauerstoffes entzieht dem Wasser ein Proton, so das sich eine zweite
Hydroxylgruppe und ein Hydroxid-Ion bildet.
OH
R
O
O
-H
OH
+
C20 H39
+
R
O C20 H39
O
H
K
+
OH
R
O
+
+
O
+ K
O C20 H39
R
+ HO
C20 H39
O
Im dritten Reaktionsschritt kommt es zu einer Umlagerung der e - Dichte und
damit zu Abspaltung eines Protons. Es entsteht eine Carbonsäure und ein
Alkoholat- Ion. Das Alkoholat-Ion entzieht im Letzten und irreversiblen Schritt
der Carbonsäure ein Proton. Es entsteht ein Carboxylat-Ion (Salz) mit einem
Seite 35
Kalium-Kation der Kalilauge als Gegenion und ein Alkohol. Die Salzbildung ist
die treibende Kraft dieser Reaktion.
R=
O
H
B
A
N
N
Mg
D
N
N
C
E
H
R
R
O
Die Hydrolyse findet enzymatisch nur am Ester des Pytolrestes statt und es
entsteht Chlorophyllid.
O
H
B
A
N
N
+
Mg
D
N
N
HO
C
E
Alkohol
H
O
O
K
O
COOCH3
+
Chlorophyllid
Das Absorptionsmaximum bei 657 nm deutet auf geringe Mengen Chlorophyll
hin.
Seite 36
2.4 Experimente zu den Eigenschaften von Chlorophyll
Versuch 9: Chlorophyllabbau durch Säuren- Bildung von
Phaeophytin und des Kupferchlorophyll-Komplexes
Zusammenfassung:
Die Bildung von Phaeophytin a erfolgt bei saurem pH durch Austausch des
Mg2+ durch H+. Phaeophytin a findet sich in der Natur als primärer Akzeptor des
Photosystems II. Die Bildung von Phaeophytin b erfordert deutlich saurere
Bedingungen
Geräte:

3x Reagenzgläser

Reagenzglasständer

Becherglas (50 mL)

Messzylinder (50 mL)

Pipette (10 mL)

2x Pasteurpipetten
Chemikalien:
Substanz
Gefahrensymbol
R-Satz
S-Satz
Methanol
F, T
11-23/24/25-
7-16-36/37-45
39/23/24/25
Salzsäure (HCl)
36/37/38
26
Fehling I (c= 10%) Xn, N
22-36/38-50/53
22-60-61
Chlorophyll-
11-23/24/25-
7-16-36/37-45
Methanol-Extrakt
Xi
F, T
39/23/24/25
Seite 37
Durchführung: (A. Wild)
Es werden 20 mL methanolischer „Chlorophyllextrakt“ mit 20 mL Methanol in
einem
Becherglas
verdünnt
und
auf
drei
Reagenzgläser
verteilt.
In
Reagenzglas 1 und 2 gibt man 5 Tropfen 10 % HCl. Das 3. Reagenzglas dient
als Kontrolle. In das Reagenzglas 1 werden zusätzlich 10 Tropfen Fehling I–
Lösung (7 g CuSO4 • 5 H2O in 100 mL Aqua dest.) gegeben.
Entsorgung:
Phaeophytin und Kupferchlorophyll neutralisieren und mit
der „Chlorophyll-
lösung“ in die organischen Abfälle geben.
Beobachtung:
Nach dem Zugtropfen der Salzsäure zu der „Chlorophylllösung“, in das
Reagenzglas 1 kann man einen Farbumschlag von grün nach grünbraun
erkennen.
Einen weiteren Farbumschlag kann man nach der Zugabe von Fehling I in das
Reagenzglas 2 feststellen. Diesmal schlägt die Farbe von grünbraun nach
blaugrün um.
Abb. 30: links Kupferchlorophyll, Mitte Phaeophytin, rechts Chlorophyll
Auswertung:
Durch
die
Zugabe
von
Säure
wurde
aus
dem
Chlorophyll
Magnesiumzentralatom entfernt und durch zwei Protonen ersetzt.
Chlorophyll a+ H3O+ (solv)
Phaeophytin a+ H2O + Mg2+ (solv)
a
das
Seite 38
Das Magnesiumzentralatom des Chlorophylls b wird unter diesen Bedingungen
nicht heraus gelöst, da die elektronenziehende Aldehydgruppe den Komplex
besser stabilisieren kann als die Methylgruppe des Chlorophylls a.
Die Lösung wirkt bräunlich, da durch das Fehlen des Zentralatoms das
konjugierte
π-Elektronensystem
verändert
wurde
und
somit
die
Absorptionseigenschaften.
B
A
N
N
Mg
D
N
N
C
E
O
COOCH3
H
O
O
B
A
N
D
HN
NH
N
C
E
H2C
H
CH2
O
COOCH3
COOC20H39
Abb. 31: links Chlorophyll, rechts Phaeophytin. Phaeophytin: Säure ersetzt das Magnesium-Ion
durch zwei Protonen
Das Kupfer-Kation des Kupfersulfates der Fehling I-Lösung ersetzt das
fehlende Zentralatom. Der gebildete Kupfer-Chlorophyllkomplex ist aufgrund
des geänderten Absorptionsverhaltens grünlich-blau gefärbt.
Seite 39
Versuch 10: Umfärben von Blättern beim Kochen
Zusammenfassung:
Dieser Versuch ist äquivalent zu Versuch „Chlorophyllabbau durch SäurenBildung von Phaeophytin und Kupferchlorophyll“. Bei diesem Versuch wird
jedoch die Säure nicht extern hinzu gegeben, sondern durch das Aufkochen
des Blattmaterials in Wasser, da durch die Hitze die Zellmembranen zerstört
werden und der saure Zellsaft frei wird.
Geräte:

2x Becherglas (200 mL)

Bunsenbrenner

Dreifuß

Drahtnetz

Feuerzeug

Pinzette
Chemikalien:
Substanz
Gefahrensymbole R-Satz
S-Satz
Fehling I (c= 10%)
Xn, N
22-36/38-50/53
22-60-61
Wasser
-
-
-
Material:
Material muss kochbeständig sein, z.B. Spinatblätter, Erbsen, Bohnen
Durchführung: (A. Wild)
Für diesen Versuch wird das Blattmaterial auf zwei Bechergläser aufgeteilt und
ein Blatt als Kontrolle aufgehoben. In dem Becherglas gibt man zu dem
Blattmaterial Leitungswasser und bringt es zum Sieden. In das zweite
Becherglas wird zu dem Blattmaterial Fehling I-Lösung gegeben und ebenfalls
zum Kochen gebracht.
Seite 40
Entsorgung:
Die Fehling I-Lösung ohne die Blatter zu den anorganischen Flüssigabfällen
geben.
Beobachtung:
Die in Wasser gekochten Blätter färben sich bräunlich, im Gegensatz zu den in
Fehling I gekochten Blättern. Diese haben eine blau-grüne Farbe angenommen.
Abb. 32: rechts in Wasser gekochtes Spinatblatt, links in Fehling I gekochtes Spinatblatt
Auswertung:
Beim Aufkochen des Blattmaterials in Wasser zerstört die Hitze die Zellwände.
Der
saure
Zellsaft
wird
frei,
entfernt
aus
dem
Chlorophyll
das
Magnesiumzentralatom und ersetzt es durch zwei Protonen.
Chlorophyll + H3O+ (solv)
Phaeophytin + H2O + Mg2+ (solv)
Die Lösung wirkt bräunlich, da durch das Fehlen des Zentralatoms das
konjugierte
π-Elektronensystem
verändert wurde
und
somit auch
die
Absorptionseigenschaften des Moleküls.
Das Kupfer-Kation des Kupfersulfates der Fehling I-Lösung ersetzt das
fehlende Zentralatom. Der gebildete Kupfer-Chlorophyllkomplex ist aufgrund
des geänderten Absorptionsverhaltens grünlich-blau gefärbt.
Seite 41
Versuch 11: Nachweis des Mg2+-Ions durch Titangelb
Zusammenfassung:
Das durch die Phaeophytinbildung frei gewordene Mg2+-Ion kann im basischen
Milieu durch die Bildung eines roten Komplexes mit Titangelb nachgewiesen
werden.
Geräte:

Reagenzglas

Erlenmeyerloben (100 mL)

Reagenzglasständer

pH-Indikatorpapier

Pipette
Chemikalien:
Substanzen
Gefahrensymbole
R-Satz
S-Satz
Titangelb
-
-
-
Salzsäure (HCl)
Xi
36/37/38
26
Kaliumhydroxid (KOH)
C
22-35
26-36/37/39-45
Chlorophyll-Methanol-
F, T
11-23/24/25-
7-16-36/37-45
Extrakt
39/23/24/25
Durchführung: ( Reaktion aus Jander-Blasius)
Herstellung einer Titangelblösung: Zu 10 mL Methanol wird soviel Titangelb
hinzu gegeben, bis die Lösung gesättigt ist. Dabei sollte sie leicht erwärmt
werden.
5 mL „Chlorophyllextrakt“ wird wie bei Versuch 10 mit 3-4 Tropfen 10 % HCl
versetzt. Anschließend wird so viel KOH dazu gegeben, bis der pH der Lösung
ins basischen umschlägt. Nun wird ca. 1 mL Titangelb hinzu gegeben.
Seite 42
Entsorgung:
Alle Lösungen neutral zu den organischen Lösungsmittelabfällen geben.
Beobachtung:
Nach der Zugabe von Titangelb schlägt die Farbe von gelb nach rot um.
Abb. 33: von links Chlorophyllrohextrakt, Phaeophytin, Titangelb + Magnesiumhydroxid
(Vergleichsprobe), Titangelb + Phaeophytin, rechts Titangelb
Auswertung:
Das Mg2+ komplexiert mit dem Titangelb. Die genaue Struktur des Komplexes
ist noch nicht geklärt.
O
O S O
H
N
N
S
N N
+
2+
Mg
N
S
O
O S
O
Wahrscheinlich
komplexiert
Sulfonsäuregruppen.
das
Mg2+
als
Zentralatom
mit
zwei
Seite 43
Versuch 12: Fluoreszenz von Chlorophyll in vitro
Zusammenfassung:
Die π-Elektronen des Chlorophylls werden durch das blaue UV-Licht angeregt
und gehen in den 3. und 4. Singulettzustand über. Da dieser nur eine sehr
kurze Lebensdauer von 10-13-10-15 s hat, fallen die Elektronen in den etwas
stabileren 1. Singulettzustand (Lebensdauer von 10 -9 –10-11 s) zurück. Bei der
Rückkehr aus dem 1. Singulettzustand in den Grundzustand wird die Energie,
anders als bei lebenden Pflanzen, nicht zum Reaktionszentrum, bestehend aus
Chlorophyll a, weitergeleitet, sondern direkt als Fluoreszenz oder Wärme frei.
Geräte:

3x Reagenzgläser

Reagenzglasständer

Tropfpipette

UV-Lampe (UV= UV-A: ca. 350 nm)

dunkler Raum
Chemikalien:
Substanz
Gefahrensymbol R-Satz
S-Satz
Chlorophyll-
F, T
7-16-36/37-45
Methanol-Extrakt
11-23/24/2539/23/24/25
Wasser
-
-
-
Methanol
F, T
11-23/24/25-
7-16-36/37-45
39/23/24/25
Durchführung: (A. Wild)
Die Reagenzgläser werden mit drei verschiedenen Lösungen gefüllt. Das erste
Reagenzglas wird als Vergleichsprobe nur mit 10 mL Methanol befüllt.
Anschließend werden in das zweite Reagenzglas 10 mL eines konzentrierten
Seite 44
„Chlorophyllextraktes“ gegeben und in das dritte Reagenzglas werden 5 mL
„Chlorophyllextrakt“ und 5 mL Methanol vermischt. Abschließend werden die
Proben in einem abgedunkelten Raum unter einer UV-Lampe auf Fluoreszenz
geprüft. Danach wird 1 mL entionisiertes Wasser zu der verdünnten
Chlorophylllösung
gegeben.
Nach
der
Beobachtung
des
eintretenden
Phänomens werden einige Tropfen Spülmittel zu der Chlorophylllösung
gegeben.
Entsorgung:
Alles zu den organischen Lösungsmittelabfällen geben.
Beobachtung:
Methanol fluoresziert nicht, der konzentrierte „Chlorophyllextrakt“ fluoresziert
weniger intensiv als die verdünnte „Chlorophylllösung“.
Abb. 34: links Methanol fluoresziert nicht, rechts das rote Licht der Chlorophyllfluoreszenz wird
sichtbar.
Nach der Zugabe des entionisierten Wassers erlischt die Fluoreszenz, tritt aber
nach der Zugabe von Spülmittel wieder auf
Auswertung:
Der konzentrierte „Chlorophyllextrakt“ fluoresziert weniger als der verdünnte, da
sich durch die hohe Konzentration die Chlorophyllmoleküle gegenseitig
quenchen, das heißt die abgegebene Energie wird von anderen Molekülen
aufgenommen
und
nicht
als
Fluoreszenz
frei.
Bei
einer
geringeren
Konzentration sind weniger Moleküle in der Lösung vorhanden. Somit ist die
Seite 45
Wahrscheinlichkeit geringer, dass ein anders Molekül die Energie aufnehmen
kann.
Die UV-Lampe bestrahlt die Lösung mit Wellenlängen von ca. 366 (108 kJ) nm.
Die rote Fluoreszenz > 700 nm (ca. 10-3 kJ) zeigt uns, dass Energie von ca.
350- 400 nm, umgerechnet ungefähr 1011 kJ verbraucht wurde.
Das Quenchen der Fluoreszenz durch Wasser beruht auf den Eigenschaften
des Chlorophylls. In organischen Lösungsmitteln liegt das Chlorophyll durch
seinen lipophilen Phytolrest frei in der Lösung vor. Gibt man nun Wasser hinzu,
wird das Chlorophyll aufgrund des hydrophilen Porphyrinringes in Micellen
(Molekülverbund) gebunden, welche kolloidal als kleine Tropfen in der Lösung
vorliegen. Der hydrophile Teil des Chlorophylls zeigt dabei nach außen, der
lipophile Teil nach innen. Durch die dadurch entstandene Nähe der Moleküle zu
einander kann die frei werdende Energie auf die Nachbarmoleküle übertragen
werden. Die letztendliche Abgabe der Energie in Form von Wärme wird somit
begünstigt und die Fluoreszenz erlischt. (A. Wild) Nach der Zugabe eines
Detergenz (Spülmittel) kann diese Micellenbildung rückgängig gemacht werden,
die Fluoreszenz tritt wieder auf.
2.5 Chlorophyllabbau in Koordination zum Vorkommen
von Anthocyanen
Versuch 15: Untersuchung von Herbstlaub
Zusammenfassung:
In einem photosynthetisch aktiven Blatt werden häufig die Carotinoide und die
zellschützenden Anthocyane farblich vom Chlorophyll überlagert.
Im Herbst baut die Pflanze das Chlorophyll ab und die Carotinoide und
Anthocyane treten zum Vorschein und färben die Blätter gelb bis rot.
Letztendlich werden auch diese Farbpigmente abgebaut. Das Blatt wird braun
und fällt ab.
Seite 46
Geräte:

6x Erlenmeyerkolben (150 mL)

3x Petrischale

Fön

Wasserbad

UV-Vis-Spektrometer

DC-Kammer ggf. Einmachglas

DC-Alufolie 5x10 cm Kieselgel 60 F254 , Merck

Eppendorfpipette (10- 100 γL) ggf. Glaskapillare

Bleistift

Lineal
Chemikalien:
Substanzen
Gefahrensymbole R-Satz
S-Satz
Aceton
F, Xi
11-36-66-67
9-16-26
Petrolether
F, Xn, N
2- Propanol
F, Xi
11-38-48/2051/53-62-65-67
11-36-67
16-23.2-24-3336/37-61-62
7-16-24/25-26
Wasser
-
-
-
Methanol
F, T
7-16-36/37-45
Magnesiumhydroxid
-
11-23/24/25-39/
23/24/25
-
ChlorophyllMethanol-Extrakt
F, T
11-23/24/25-39/
23/24/25
7-16-36/37-45
Material:
-
Seite 47
Ahornblätter eignen sich aufgrund ihrer Farbveränderung während des
herbstlichen Pigmentabbaus sehr gut für die Untersuchung.
Durchführung:
Für die Untersuchung der Blattpigmente in Herbstlaub werden aus je einem
grünen, gelben und roten Ahornblatt durch Heißextraktion Pigmentextrakte
gewonnen (vgl. Versuch 2). Dazu werden die zerkleinerten Blätter (Abb. 37a) in
je einem Reagenzglas mit Methanol versetzt und im Wasserbad bei ca. 70 °C
aufgekocht und danach in neue Reagenzgläser dekantiert (Abb. 37b). Diese
werden durchnummeriert: Reagenzglas 1: Extrakt des grünen Blattes,
Reagenzglas 2: Extrakt des gelben Blattes, Reagenzglas 3: Extrakt des roten
Blattes. Die Blätter haben nach der Extraktion ihre Farbpigmente weitgehend
verloren und erscheinen weiß.
Nach dem Eindampfen der Extrakte in einer Petrischale (Abb. 37c) und der
Aufnahme in Aceton können die Extrakte spektroskopiert werden. Beim roten
Ansatz (3.) müssen die rückständigen roten Blattpigmente mit Wasser extrahiert
werden. Diese sind hydrophil und lassen sich daher nicht in Aceton aufnehmen
(Ansatz
4).
Zusätzlich
können
die
in
Aceton
gelösten
Pigmente
chromatographisch aufgetrennt (Abb. 37c) werden.
Entsorgung:
Alle Ansätze können zu den organischen Lösungsmittelabfällen gegeben
werden.
Beobachtung:
Abb. 37a
Abb. 37b
Seite 48
Abb. 37c
Abb. 37d
Abb. 37a-d: Je ein grünes, gelbes und rotes Ahornblatt (Abb. 37a) wird mit Methanol extrahiert
(Abb. 37b). Die gewonnenen Extrakte werden eingedampft (Abb. 37c) und mittels DC
aufgetrennt (Abb. 37d).
Bei der Extraktion der Blattpigmente von grünen, gelben und roten Ahornblätter
(Abb. 37a) lassen sich grüne, gelbe und orange Extrakte isolieren (Abb. 37b).
Ansatz 1 des grünen Blattes trennen sich bei der Dünnschichtchromatographie
(DC) wie erwartet, alle Chlorophylle + Phaeophytin und die Carotinoide βCarotin, Lutein und Violaxanthin sowie Neoxanthin auf (vgl. Versuch 16).
Ansatz 2 des gelben Blattes zeigt die Carotinoide β-Carotin, Lutein,
Violaxanthin und Neoxanthin sowie Phaeophytin.
Der 3. Ansatz des roten Blattes, aufgenommen in Aceton, weist die gleichen
Blattpigmente wie Ansatz 2 auf. Zusätzlich werden in Ansatz 4 mit Wasser
extrahierte Anthocyane gefunden (vgl. Spektrum 10).
Auswertung:
Warum kann in Ansatz 1 und 2 das Schutzpigment Anthocyan nicht isoliert
werden?
In der botanischen Literatur heißt es, die Carotinoide und die Anthocyane
werden farblich vom Chlorophyll überlagert. Diese Aussage ist grundsätzlich
richtig, dennoch lassen sich Anthocyane nicht in grünen Blättern nachweisen.
Anthocyane dienen der Pflanze als Schutzpigmente. Sie absorbieren
Wellenlängen von 480 bis 600 nm und haben aufgrund ihrer Doppelbindungen
Radikalfängereigenschaften ähnlich wie das Carotin (vgl. Versuch 19). In der
Seite 49
photosynthetisch aktiven Pflanze liegen sie als Vorstufe, dem Flavonon vor.
Flavonone sind für das menschliche Auge farblos, das heißt, sie absorbieren
Wellenlängen außerhalb des sichtbaren Bereiches. Dadurch können sie die
Wellenlängen
abdecken,
in
denen
Chlorophyll
und
Carotinoide
nicht
absorbieren und somit die empfindlichen Proteine, Eiweise, Aminosäuren uvm.
schützen.
Im Herbst werden die Flavonone nach dem Chlorophyllabbau durch
Methylierung durch die Methyl-Transferase und Glucosylierung durch die
UDPG- Flavonoid-Glucosyl-Transferase zum Anthocyan umgebildet. (WinkelShirley, 2001) Durch die Umwandlung und die dadurch resultierende
Absorptionsänderung können gezielt Verbindungen in der Pflanze geschützt
oder zerstört werden.
Wie funktioniert der Chlorophyllabbau?
Vor dem Winter versuchen die Landpflanzen, alle Nährstoffe aus dem Korpus
zurück in die Wurzeln oder Samen zurück zu ziehen. Dabei wird jährlich rund
1 Mrd. t Chlorophyll weltweit abgebaut.
Erst vor einigen Jahren konnte Bernhard Kräutler vom Institut für Organische
Chemie der Universität Innsbruck gemeinsam mit Züricher Botanikern den
Chlorophyllabbau-Weg aufklären Dabei fanden sie als Endprodukt in den
Blättern einen nichtfluoreszierenden Chlorophyll-Kataboliten (NCC). NCC ist
farblos und entsteht in den gleichen Mengen wie Chlorophyll.
Dass die Pflanze überhaupt die Energie aufwendet, Chlorophyll in NCCs
umzuwandeln, dient dem Entgiftungsprozess. Chlorophyll ist komplex an
Proteine gebunden. Diese sorgen für die räumliche Anordnung und die
Weiterleitung der chemischen Energie hin zum Reaktionszentrum. Während der
Blattalterung zerfallen die Chlorophyll-Protein-Komplexe und die Proteine
werden abgebaut. Das freie Chlorophyll wäre nun in der Lage, Lichtenergie
aufzunehmen und somit Singulettsauerstoff zu bilden. Dieser würde zur
Gewebsschädigungen führen. Durch die Umwandlung des Chlorophylls zum
NCC wird dem vorgebeugt.
Seite 50
Das NCC ähnelt strukturell Bilirubin, einem Abbauprodukt des Häms, welches
eine zellschützende Funktion als hochwirksames Antioxidans hat. Es verhindert,
dass aggressive Radikale empfindliche Substanzen (z.B. Fettsäuren) in
Zellmembranen zerstören. Nach verschiedenen Untersuchungen konnte man
auch für NCC diese antioxidative Eigenschaft nachweisen. So ist es in der Lage,
die radikalische Oxidation der Fettsäure Linolsäure zu verringern, wenn auch
die Wirkung nicht so stark ist wie die des Bilirubins.
Es wird vermutet, dass die Früchte, die ja die Samen enthalten und somit für
die Vermehrung der Pflanze verantwortlich sind, durch die antioxidative
Wirkung des NCC länger haltbar sind. Danach dient der Chlorophyll-Abbau in
der Pflanze folgenden Zwecken: „In den Blättern zur Zerstörung des
Chlorophylls und in den Früchten zur Konservierung.“ (Online; chemiereport.at)
Bei weiterem Abbau ist natürlich auch die Speicherung des frei werdenden
Stickstoffs für die Pflanze wichtig.
Der Abbau von Chlorophyll gliedert sich in fünf Schritte:
1. Schritt: Abspalten des Phytolrestes
Seite 51
R1
R1
B
A
N
N
B
A
Chlorophyllase
N
N
Mg
D
N
N
C
D
N
N
E
R2
O
+ Phytol
Mg
C
E
O
R3
R2
O
O
Chlorophyll a/ b
O
R3
O
H
Chlorophyllid a/ b
2. Schritt: Entfernung des zentralen Mg-Atoms
R1
B
A
N
N
N
B
A
N
N
Mg- Dechelatase
Mg
D
R1
N
H
C
D
N
E
R2
O
O
+
H
N
C
E
R3
O
R2
O
H
Chlorophyllid a/ b
O
R3
O
H
Pheophorbid a/ b
3. Schritt: Oxidative Ringöffnung und anschließende Reduzierung.
Grüne Farbe geht verloren.
Mg
2+
Seite 52
B
A
N
D
PaO
N
H
RCCR
RCC
H
N
N
O
H
O
R1
R1
B
A
NH HN
H
C
NH HN
D
E
R2
O
O
R3
C
E
O
R2
O
H
O
R3
O
H
FCC
Fluorescent chlorophyll catabolite
Pheophorbid a/ b
RCC: Red chlorophyll catabolite
PaO: Pheophorbid a oxygenase
RCCR: Red chlorophyll catabolite
4. und 5. Schritt: Anlagerung einer OH-Gruppe und Tautomerisierung.
Endprodukt ist farblos
O
H
O
B
A
D
NH HN
saures Millieu
NH HN
H
C
O
O
R3
OH
B
D
H
N
E
R2
R1
A
NH HN
H
O
H
O
R1
HN
C
E
O
H
FCC
Fluorescent chlorophyll catabolite
R2
O
O
R3
O
H
NCC
Non-fluorescent chlorophyll catabolite
(Online; old.uni-bayreuth.de)
2.6 Experimente zu den Eigenschaften von Carotin
Seite 53
Versuch
18:
Nachweis
von
Doppelbindungen
der
Carotinoide durch Bromierung
Zusammenfassung:
Die
Terpengrundstruktur
der
Carotinoide
setzt
sich
aus
einzelnen
Isopreneinheiten zusammen. Dadurch entsteht ein konjugiertes π-System,
welches Farbigkeit impliziert.
Durch die Bromierung von Carotin kann man das Vorhandensein von
Doppelbindungen nachweisen.
Geräte:

Reagenzglas

Pasteurpipette

Becherglas

Reagenzglasständer
Chemikalien:
Substanzen
Gefahrensymbole
R-Satz
S-Satz
Brom in Phthal-
Xn
-
-
Carotinoid-Aceton-Extrakt F, Xi
11-36-66-67
6-16-26
gesättigte Natrium-
-
-
säurediethylester 1: 100
-
thiosulfatlösung
Durchführung: (CHEMKON)
Versuch im Abzug durchführen und Thiosulfatlösung bereitstellen.
In einem Reagenzglas werden 5 mL Carotinoidextrakt mit max. 10 Tropfen
Bromwasser versetzt. Das Bromwasser langsam zutropfen, damit man es nicht
überdosiert (gelb Färbung der Lösung).
Entsorgung:
Seite 54
Alle bromhaltigen Ansätze mit Thiosulfatlösung versetzen, auch die Pipette
spülen und in die organischen Lösungsmittelabfälle geben.
Thiosulfat + Brom:
2 Na+(aq) + S2O32-(aq) + 4 Br2(solv) + 15 H2O
2 Na+(aq) + 2 SO42-(aq) + 8 Br- (aq)
+ 10 H3O+(aq)
Das reizende Brom wird durch das Thiosulfat in das unbedenkliche Bromid
umgewandelt.
Beobachtung:
Die gelbe Flüssigkeit entfärbt sich bei der Zugabe von Brom. Bei einer
Überdosierung von Brom tritt eine erneute Gelbfärbung ein.
Auswertung:
Die Bromierung am Beispiel von β-Carotin erfolgt als elektrophile anti-Addition.
Obwohl das Brommolekül keinen elektrophilen Kern besitzt, greift es von oben
oder unten (racemisch) die nucleophile Doppelbindung an. Dabei wird es von
der nucleophilen Doppelbindung (π-Elektronenwolke) polarisiert. Ein freies
Elektronenpaar der elektrophilen Hälfte des Brommoleküls überlappt dabei mit
den beiden p-Orbitale der π-Doppelbindung. Als Zwischenprodukt entsteht ein
cycliches Bromonium-Ion, welches einen dreigliedrigen Ring bildet.
Im zweiten Schritt greift ein Bromid-Ion von hinten das Bromonium-Ion an
(Rückseitenangriff). Es handelt sich dabei um eine S N2-Reaktion, wobei das
Bromid-Ion die Elektronendichte in das σ*-Orbital der Kohlenstoff-BromBindung verschiebt. Es kommt kurzfristig zu einer Brom-Kohlenstoff-BromBindung. Dies ist eine reaktive Zwischenstufe, welche nach der Verschiebung
der Elektronendichte eine vicinale Dibromverbindung hervorbringt.
Seite 55
R
R
δ+
Br
δ-
Br
R
R
Br
Br
Br
Br
H
R
R
Br
H
R
+
R
H
Br
Br
R
R
Br
H
R:
Als Endprodukt der Bromierung von β-Carotin lassen sich zwei vicinale
Dibromderivate formulieren:
Br
H
H
Br
H Br
Br
H
Seite 56
Versuch 19: Nachweis der Radikalfänereigenschaft von
β-Carotin
Zusammenfassung:
β-Carotin besitzt die Eigenschaft mit Radikalen zu reagieren und somit deren
schädliche Wirkung zu verhindern. Im Folgenden wird dies exemplarisch mit
Jod-Radikalen dargestellt.
Geräte:

2x Reagenzgläser

Pasteurpipette

Becherglas

Reagenzglasständer

Starklichtlampe

Heizplatte

Spatel
Chemikalien:
Substanzen
Gefahrensymbole
R-Satz
S-Satz
Tetraiodethen
-
-
-
n-Heptan
F, Xn, N
11-38-50/53-65-
9-16-29-33-60-61-
67
62
11-38-50/53-65-
9-16-29-33-60-61-
67
62
Carotinoid-
F, Xn, N
n-Heptanextrakt
Durchführung: (CHEMKON)
In einem Becherglas werden 0,1 g Tetraiodethen mit 20 mL n-Heptan vermischt.
Da sich die gelben Kristalle nicht bei Raumtemperatur lösen, wird die Lösung ca.
1 ½ Stunden in einem Wasserbad auf 45 °C erwärmt. Tritt eine leichte
Violettfärbung ein, kann das Erwärmen beendet werden.
Seite 57
Anschließend werden je 2 mL der Tetraiodethenlösung auf zwei Reagenzgläser
verteilt. In eines der beiden Reagenzgläser werden 4 Tropfen Carotinextrakt
hinzugetropft und beide in einem Glasgefäß ca. 30 Sek. mit einer starken
Lichtquelle belichtet.
Das Reagenzglas mit β-Carotin noch weiter 4 bis 10 Min. belichten und die
Veränderungen beschreiben.
Entsorgung:
Alle Reagenzien in die organischen Lösungsmittelabfälle entsorgen.
Beobachtung:
Bei dem Reagenzglas ohne β-Carotin erkennt man nach 30 Sek. eine intensive
Violettfärbung. Das Reagenzglas mit β-Carotin behält seine leichte Gelbfärbung
bei. Nach 4 Min. zeigt sich ebenfalls eine Violettfärbung, die nach 10 Min. so
intensiv, wie die der Lösung ohne Carotin erscheint.
Abb. 39:
links Tetroiodethen+
Carotin, rechts nur
Tetraiodethen
Abb. 40:
links Tetraiodethen+
Carotin nach Belichtung,
rechts Tetraiodethen ohne
Belichtung
Auswertung:
Bei der Reaktion von Tetraiodethen mit Carotin handelt es sich um eine
Radikalkettenreaktion.
Seite 58
Durch
die
Belichtung
kommt
es
im
Tetraiodethenmolekül
zu
einer
homolytischen Bindungsspaltung. Die Kohlenstoff-Iod-Bindung wird gespalten
und es entsteht ein Triiodthenradikal und ein Iodradikal.
Kettenstart: Homolytische Bindungsspaltung
I
I
I
I
I
I
.
+
I.
I
Im zweiten Schritt kommt es zur Kettenreaktion. Das entstandene Iod-Radikal
greift ein weiteres Teraiodethenmolekül an, so dass, nach einer weiteren
homolytischen Bindungsspaltung,
ein weiteres Triiodethen- und Iod-Radikal
entsteht. Nach der Rekombination zweier Iodradikale zu elementarem Iod
kommt es zur typischen Violettfärbung in dem Reagenzglas ohne β-Carotin.
Kettenreaktion:
I
I
I
+
I
I
I.
I
.
+
I2
I
Während dessen kommt es in dem Reagenzglas mit β-Carotin ebenfalls zur
homolytischen Bindungsspaltung und zur Entstehung eines Iodradikals. Jedoch
kommt es dabei durch die Anwesenheit von β-Carotin, nicht zur oben
aufgezeigten Kettenreaktion, sondern zu einer Anlagerung des Radikals an das
β-Carotin, mittels radikalisches Addition.
Das Iodradikal greift die Doppelbindung in der Mitte des β-Carotins an, da dort
die geringste Elektronendichte herrscht. Nach der Anlagerung des Iodradikals
wird das β-Carotin ebenfalls zu einem Radikal.
Seite 59
.
R
R
+ I.
R
I
H
.
R
R
I
H
R:
Das entstandene Radikal kann nun ein weiteres Iodradikal anlagern.
Andererseits ist es genau so wahrscheinlich, dass es zur Rekombination zweier
Iodradikale kommt und das entstehende elementare Iod zum Abbruch der
Kettenreaktion führt.
H
.
R
R
I
+ I.
I
R
R
I
H
H
Als Endprodukte lassen sich folgende vicinale Iodderivate des β-Carotins
darstellen:
I
H
H
H
I
I
I
H
Dass es trotzdem zu einer Violettfärbung nach 4-10 Min. kommt, bedingt der
Überschuss an Tetraiodethen und die damit verbundene elementare Iodbildung
oder der vollständige „Verbrauch“ von β-Carotin.
Seite 60
2.7 Experimente zu den Eigenschaften von
Xanthophyllen
Versuch 22: Säurekatalysierte Epoxidringöffnung bei
Mono- und Di-epoxy-xanthophyllen
Zusammenfassung:
Die Epoxidgruppen von Xanthophyllen lassen sich durch die Zugabe von
Säuren (Hydrolyse) nachweisen.
Geräte:

6x Zentrifungengläser

Zentrifuge

Pasteurpipette

Reagenzglasständer

UV-Vis-Spektrometer

DC-Kammer ggf. Einmachglas

DC-Alufolie 5x10 cm Kieselgel 60 F254 , Merck

Eppendorfpipette (10- 100 γL) ggf. Glaskapillare

Petrischale

Fön

3x Messpipetten: 100 mL, 10 mL, 0,25 mL

Bleistift

Lineal
Seite 61
Chemikalien:
Substanzen
Gefahrensymbole R-Satz
S-Satz
Aceton
F, Xi
11-36-66-67
9-16-26
Petrolether
F, Xn, N
11-38-48/20-
16-23.2-24-33-
51/53-62-65-67
36/37-61-62
2-Propanol
F, Xi
11-36-67
7-16-24/25-26
Wasser
-
-
-
Salzsäure
-
-
-
F, T
11-23/24/25-39/
7-16-36/37-45
c (HCl) = 0,1 mol/L
CarotinoidMethanol-Extrakt
23/24/25
Durchführung: (A. Hager)
Wie in Versuch 17 beschrieben, fertigt man eine Dünnschichtchromatographie
(DC) von einem Carotinoidextrakt an.
Nach der Auftrennung werden die zu untersuchenden Banden mittels Spatel
von der DC abgetragen. Dazu knickt man die DC-Platte seitlich auf der Höhe
der Banden etwas ein und trägt die Bande so genau wie möglich ab. Der Knick
fungiert als Rinne, so dass der Abtrag direkt in ein Zentrifugenglas überführt
werden kann.
Das weißlich-gelbe Pulver wird in Aceton aufgenommen. Alle Zentifugen-gläser
sollten gleich hoch mit Aceton befüllt werden, um eine Unwucht in der
Zentrifuge zu vermeiden. Nach dem Zentrifugieren wird der Überstand
vorsichtig in ein neues Zentrifugenglas überführt, der Rückstand wird verworfen.
Zu jeder Carotinoidlösung werden anschließend einige Tropfen Salzsäure
hinzugefügt.
Von
jeder
Lösung
aufgenommen werden.
kann
zur
Identifizierung
ein
Absorptionsspektrum
Seite 62
Dieser Versuch kann auch direkt auf der DC durchgeführt werden, indem man
die DC-Platte mit Salzsäure besprüht.
Entsorgung:
Alle Reagenzien neutral zu den organischen Lösungsmittelabfällen geben. Die
DC zu den Feststoffabfällen geben.
Beobachtung:
Abb. 45: Violaxanthin
vorher gelb, nach der
Behandlung mit HCl
bläulich gefärbt.
Abb. 46: Neoxanthin
vorher gelb, nach der
Behandlung mit HCl
bläulich gefärbt.
Abb. 47: Die Banden
Violaxanthin und
Neoxanthin weisen
eine Blaufärbung auf
Violaxanthin und Neoxanthin verfärben sich nach der Behandlung mit Salzsäure
blau. Lutein weist keine Farbveränderung auf. Auch auf der DC ist eine
Blaufärbung der Banden von Violaxanthin und Neoxanthin zu beobachten.
Auswertung:
Violaxanthin
(3,3´-Dihydoxy-β-carotin-5,6,5´,6´-di-epoxid)
besitzt
zwischen
Kohlenstoff 5, 6 und 5´, 6´ jeweils eine Epoxidgruppe. Der Sauerstoff der
Epoxidgruppe wird durch die Salzsäure protoniert. Dabei bildet sich als
Zwischenstufe ein cyclisches Alkoxonium-Ion. Es kommt zur säurekatalysierten
Epoxidöffnung, wobei die Elektronendichte von der Kohlenstoff- SauerstoffBindung hin zum Sauerstoff verschoben wird. Aus der folgenden Umlagerung
resultiert eine furanöse Struktur, welche charakteristisch für das entstandene
Auroxanthin (Zeaxanthin-5,8,5´,8´-di-epoxid) ist.
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R
O
+
+
H
O H
R
HO
HO
Violaxanthin
Cyclisches Alkoxonium-Ion
OH
O
R
R=
O H
HO
OH
O
HO
O
Auroxanthin
Bei Neoxanthin (3,3´,5´-Trihydroxy-6´-hydro-5,6-epoxy-β-carotin) kommt es
ebenfalls zu einer säurekatalysierten Epoxidöffnung mit anschließender
Umlagerung. Als Endprodukt wird das 5,8- Neoxanthin-epoxid gebildet.
HO
+
+
H
O
HO
OH
HO
HO
O
5,8-Neoxanthin-epoxid
OH
Da Lutein keine Epoxidgruppen besitzt kommt es nicht zu einer Strukturveränderung bei der Zugabe von Salzsäure.
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3 Didaktische Betrachtung des Themas „Photo-
synthesepigmente“ für den Chemieunterricht
und Fächer übergreifend für den
Biologieunterricht
Nach der Vorstellung der Versuche zum Thema „Funktion und Struktur von
Photosynthesepigmenten“ im Kapitel 2, soll nun deren Schulrelevanz betrachtet
werden.
Dazu werden die vorgestellten Versuche einer Analyse hinsichtlich ihrer
Eingliederung in die vorgeschriebenen Themen für das Fach Biologie, Physik
und Chemie unterzogen.
3.1 Didaktische Aufarbeitung der Versuche,
Lehrplananalyse
Das Thema „Photosynthesepigmente“ ist nicht expliziter Bestandteil des
Lehrplanes Biologie oder Chemie. Dennoch kann das Thema als Teilaspekt
verschiedener im Lehrplan vorhandener Themen Verwendung finden.
Da der Biologieunterricht neben der naturwissenschaftlichen Erziehung auch
der gesundheitlichen Prävention dient, wird in der fünften Klasse (G.3) das
Thema „Ernährung und Verdauung“ hinsichtlich der gesundheitlichen Erziehung
behandelt. Es bietet sich an, Lebensmittel auf ihre Nähr- und Farbstoffe zu
untersuchen. Dabei lassen sich die Radikalfängereigenschaften des Carotins
(Provitamin A) sowie Chlorophyll und Carotin als natürlicher Farbstoff gut in die
Betrachtung integrieren.
Später im Halbjahr (5 G.5) bzw. in der Klasse sieben (G.1) sieht der Lehrplan
das Thema „Der Bauplan der Blütenpflanze“ bzw. „Der Lebenszyklus der
Blütenpflanze“
vor.
Dort
treffen
die
Schüler
wieder auf
die
in
der
Ernährungseinheit angesprochenen Photosynthesepigmente. Die Schüler
erfahren nun, wo und warum Chlorophyll bzw. Carotin in der Pflanze vorhanden
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ist, ohne dass zu diesem Zeitpunkt direkt auf die Photosynthese eingegangen
wird.
In Klasse sieben (G.2) üben die Schüler den Umgang mit dem Mikroskop. In
der Unterrichtseinheit „Zellen und Gewebe“ kann nach der Betrachtung des
Zwiebelgewebes
das
Mikroskopieren
der
Wasserpest
erfolgen.
Diese
verdeutlicht sehr schön den Aufbau einer Pflanzenzelle. Bei der Betrachtung
der Chloroplasten kann das Chlorophyll als Pigment angeführt und das Wissen
vertieft werden. Anschließend folgt die Unterrichtseinheit „Fotosynthese und
Zellatmung“. Nun können die Schüler die erworbenen Fähigkeiten und
Erkenntnisse der vorigen Unterrichtseinheit einbringen. Erstmals kann der
Lehrer gezielt Versuche zum Verständnis der Photosynthese durchführen. Zu
dem Themengebiet „Bedeutung des Lichtes für grüne Pflanzen“ kann der
Versuch „Bläschenzählmethode“ oder „Sauerstoffnachweis mit Indigoblau“ an
der schon bekannten Wasserpest durchgeführt werden. Diese Versuche
können von den Schülern in kleinen Gruppen selbstständig erarbeitet werden.
In der neunten Klasse (G.1) kann das Carotin zum Thema „Bedeutung von
Rhodopsin“ in der Unterrichtseinheit „Aufnahme und Verarbeitung von
Informationen“ genauer behandelt werden. Zu dem kann in Klasse neun (G.2)
zu der Unterrichtseinheit „Blut und Immunsystem“ der Aufbau von Hämoglobin
im Vergleich zu dem strukturverwandten Chlorophyll besprochen werden. Bei
diesem Vergleich ist es sinnvoll, die Struktur beider Tetrapyrrole anzusprechen.
Zu diesem Zeitpunkt haben die Schüler bereits chemisches Grundwissen
erworben und können daher die Strukturen prinzipiell nachvollziehen.
In der elften Klasse (G.2 B) können besonders im Leistungskurs, dem für das
Themengebiet „Stoff- und Energiefluss in Lebewesen“ doppelt so viele Stunden
zur
Verfügung
stehen
wie
dem
Grundkurs,
das
Wissen
über
die
Photosynthesepigmente weiter vertieft werden. Besonders Versuche wie
„Darstellung
eines
Chlorophyllextraktes
durch
Heißextraktion“,
„Dünnschichtchromatographie eines Chlorophyllextraktes“ oder die „Bildung von
Phaeophytin und Kupferchlorophyll“ können in dieser Unterrichtseinheit gut
durchgeführt werden.
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Fachübergreifend kann das Thema „Photoynthesepigmente“ auch im Chemieund Physik-Unterricht eingebracht werden.
In der Physik kann in der zwölften Klasse das Thema Fluoreszenz am Beispiel
des Chlorophylls beschrieben werden und somit ein Alltagsbezug hergestellt
werden.
Im
Fach
Chemie
finden
die
Photosynthesepigmente
Chlorophyll
und
Carotinoide viele Verwendungsmöglichkeiten.
So sollen die Schüler zum Beispiel in der siebten Klasse Trennverfahren
kennen und anwenden lernen. Zu diesem Zweck eignen sich die Versuche „
Darstellung
eines
Chlorophyllextraktes
„Dünnschichtchromatographie“,
„Papier-,
durch
Heißextraktion“
Kreide-
und
und
Kieselgel
chromatographie“ sehr gut. Bei einer geringen Kursgröße kann zu dem der
Versuch „ Trennung der Blattpigmente durch Ausschütteln und durch
Verseifung des Chlorophylls“ durchgeführt werden. Bei diesen Versuchen
lernen die Schüler in einem Labor zu arbeiten und so sich wissenschaftliche
Arbeitsmethoden anzueignen. Dabei ist es wichtig, die Schüler experimentieren
zu lassen, um ihre eigenen Ideen und Konzepte umzusetzen zu können. Am
Ende der Unterrichtseinheit können die Schüler ihre Beobachtungen und
Erkenntnisse zusammen tragen. Als Unterrichtssicherung wäre es grundsätzlich
sinnvoll, die Schüler ein Verlaufsprotokoll erstellen zu lassen. So beschäftigen
sie sich zu Hause nochmals mit dem Versuch und können weitere Erkenntnisse
erlangen. (Phänomenologisches Lernen)
In der neunten Klasse wird die organische Chemie eingeführt. Die Schüler
lernen, dass „sich Gleiches im Gleichen löst“. Unter der Verwendung
verschiedener Lösungsmittel können die Schüler versuchen, Chlorophyll oder
Carotin zu lösen. Sie stellen fest, dass die beiden Stoffe verschieden polar sind.
Auch bei diesem Versuch empfiehlt es sich, die Schüler frei arbeiten zu lassen.
Darauf
aufbauend
können
die
Eigenschaften
konjungierter
C-C-
Doppelbindungen für das Verhalten eines Stoffes behandelt werden (z.B
Farbigkeit). Dies kann anhand der Struktur von β-Carotin sehr gut verdeutlicht
werden.
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In der zehnten Klasse können diese konjugierten Doppelbindungen durch den
Versuch „Bromierung von Carotin“ nachgewiesen werden. In der elften Klasse
(G.1) wird dann der Mechanismus der elektrophilen Addition eingeführt. Es ist
bei diesem Versuch darauf zu achten, dass nur in kleinen Gruppen unter dem
Abzug gearbeitet wird. Dabei darf nur das für die Schule zugelassene
Bromwasser verwendet werden (siehe Versuch 18).
In der elften Klasse überwiegt die mechanistische Betrachtungsweise. Die
Schüller sollen sich auf molekularer Ebene ein Phänomen erklären können.
Dazu bedarf es der Einführung von Molekülorbitalen, Molekülstrukturen und
Reaktionsmechanismen.
Am Anfang der elften Klasse werden Radikalkettenreaktionen einführend
besprochen.
Zu
diesem
„Radikalfängereigenschaften
Thema
des
eignet
Carotins“.
sich
Dieser
der
Versuch
Versuch
kann
fächerübergreifend in Biologie besprochen werden.
In der Klasse elf (G.2) kann der Reaktionsmechanismus der sauren bzw.
alkalischen Esterhydrolyse besprochen werden. Um die Verseifung von
Chlorophyll zu Chlorophyllin zu verdeutlichen, kann der Versuch „ Trennung der
Blattpigmente durch Ausschütteln und Verseifung des Chlorophylls“ in
verkürzter Form im Reagenzglas durchgeführt werden. Bei der Auswertung des
Versuches kann darauf verwiesen werden, wie die „Verseifung“ in der Natur
abläuft.
In der zwölften Klasse muss das Thema Komplexe behandelt werden. Der
Chlorophyllkomplex
eignet
sich
hinsichtlich
der
Ähnlichkeit
zu
dem
körpereigenen Hämoglobin sehr gut für die Betrachtung natürlicher Komplexe.
Um dies zu verdeutlichen, können die Schüler die Versuche „ Phaeophytin- und
Kupferchlorophyll-Komplexbildung“
und
„Magnesiumnachweis
mit
Titangelb“ durchführen. Zur Vertiefung und zur Darstellung der Veränderung der
Eigenschaften aufgrund von Strukturänderungen können Absorptionspektren
aufgenommen werden. Fächerübergreifend kann die Rolle des Phaeophytins
für die Photosynthese besprochen werden.
Fakultativ kann in der zwölften Klasse das Thema „Farbstoffe“ behandelt
werden. Der Einstieg in die natürlichen Farbstoffe kann hier auch über die
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Chlorophylle und Carotinoide erfolgen. Chromophore Eigenschaften und die
strukturellen Besonderheiten, wie Porphyrinring oder Isopreneinheiten, können
hinsichtlich der Mesomerie von Doppelbindungen besprochen werden. In das
Themengebiet
der synthetischen
Farbstoffe
kann
mit den
Versuchen
„Sauerstoffnachweis mit Indigoblau“ oder Photoreduktion von Methylrot durch
Chlorophyll und Ascorbinsäure“ übergeleitet werden.
Zusammenfassend eignet sich die Betrachtung der Photosynthesepigmente
sehr gut dem Erlernen naturwissenschaftlicher Denk- und Handlungsweisen.
Bei allen Versuchen ist stets der Alltagsbezug zu erkennen. Zu dem lernen die
Schüler die Pflanze als natürliches „Energiekraftwerk“ genauer kennen. Dieses
kann einen sensibleren Umgang mit der Natur bewirken.
Nach sieben Jahren Biologie- und fünf Jahren Chemieunterrichtes sind die
Schüler in der Lage, Phänomene zu beobachten, Hypothesen zubilden und
Lösungsansätze zu erarbeiten, dies durch Experimente zu überprüfen und
anschließend die Ergebnisse zu deuten und festzuhalten. Dabei ist es die
Aufgabe des Lehrers, die Schüler für ein Phänomen zu begeistern, ihren
„Forschergeist“ zu wecken und sie auf dem Weg zur Lösung zu begleiten.
Dabei soll der Lehrer Fehler aufzeigen, so dass die Schüler daraus lernen
können und wissen, wie sie diese zukünftig vermeiden. Am Ende der zwölfen
Klasse sollte jeder Schüler für das Abitur und damit für den Erwerb der
Hochschulreife vorbereitet sein.
Seite 69
4
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