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bioelisa
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bioelisa TOXO IgM (Immunocapture)
3000-1210
96 tests
ELISA-Test zur Bestimmung von IgM-Antikörpern gegen das Toxoplasma gondii in Humanserum oder –
plasma.
Zusammenfassung
Die Toxoplasmose ist eine Infektionskrankheit, die sowohl Tiere als auch Menschen befallen kann und durch den
1
Protozoa Toxoplasma gondii ausgelöst wird. Die erworbene Toxoplasmose verläuft in der Regel symptomfrei und
2
gutartig. Bei schwangeren Frauen kann die Infektion jedoch schwerwiegende Folgen haben, da der Parasit über
die Plazenta in den fetalen Blutkreislauf eindringen und eine kongenitale Toxoplasmose hervorrufen kann. In
3,4,5,6
verschiedenen Studien
wurde nachgewiesen, dass das Risiko und die Schwere der kongenitalen
Toxoplasmose am größten ist, wenn sie in den ersten drei Monaten der Schwangerschaft erworben wird. Die
Folgen der kongenitalen Toxoplasmose können Spontanabort und Frühgeburt bis hin zu neurologischen
Symptomen und Augenerkrankungen sein. Kinder mit kongenitaler Toxoplasmose können auch noch mehrere
Wochen nach der Geburt symptomfrei erscheinen.
Prinzip
bioelisa TOXO IgM ist ein Immunocaprure - Test zur Bestimmung von IgM-Antikörpern gegen T. gondii in
Humanserum oder –plasma. Die zu analysierenden Proben werden verdünnt in die Vertiefungen einer
Mikrotiterplatte inkubiert, die mit Anti-Human-IgM-Antikörpern von Kaninchen beschichtet sind. Die in der Probe
anwesenden IgM-Antikörper werden sich an die IgM-Antikörper der festen Phase binden. Anschließend werden die
Vertiefungen ausgewaschen, um die Restprobe zu entfernen, und es wird mit Peroxidase konjugiertes T. gondiiAntigen hinzugefügt. Das Konjugat wird mit den spezifischen Anti-Toxoplasma-IgM reagieren, die in der ersten
Inkubation gefangen wurden. Nach einem weiteren Auswaschen zur Entfernung des ungebundenen Materials wird
mit einer Enzymsubstratlösung und Chromogen inkubiert. Diese Lösung wird sich blau färben, wenn die Probe
Anti-T. gondii-Antikörper enthält. Die blaue Farbe wird nach gelb umschlagen, nachdem die Reaktion mit
Schwefelsäure gestoppt worden ist.
Bestandteile
1. MCPL MIKROTITERPLATTE:
12 x 8 Vertiefungen, die mit Kaninchen-Antikörpern gegen humanes IgM beschichtet sind. Einzeln trennbare
Vertiefungen.
2.
CONJ 51x KONZENTRIERTES KONJUGAT:
1 x 0,35 ml mit Peroxidase konjugiertes T. gondii-Antigen. Enthält roten Farbstoff, Proteinstabilisatoren, 0,02%
Thimerosal und 0,001% Gentamicinsulfat. Vor Gebrauch 1/51 mit dem Konjugatverdünnungsmittel verdünnen.
3.
DIL CONJ KONJUGATVERDÜNNUNGSMITTEL:
1 x 15 ml Tris-Puffer, der gelben Farbstoff enthält, Zusatzmittel, 0,02% Thimerosal und 0,001%
Gentamicinsulfat.
4.
DIL SAMP PROBENVERDÜNNUNGSMITTEL:
2 x 50 ml Phosphatpuffer, der Tween 20, grünen Farbstoff, Zusatzmittel und < 0,1% Natriumazid enthält.
Gebrauchsfertig.
5.
WASH SOLN 10x KONZENTRIERTE WASCHLÖSUNG:
2 x 50 ml Konzentrierter Phosphatpuffer (10x), der 1% Tween 20 und 0,01% Thimerosal enthält. Vor
Gebrauch mit destilliertem oder deionisiertem Wasser 1/10 verdünnen.
6.
SUBS BUF SUBSTRATPUFFER:
1 x 14 ml Zitrat/Azetat-Puffer, der Wasserstoffperoxid und 0,002% Gentamicinsulfat enthält.
7.
SOLN TMB CHROMOGEN:
1 x 1,5 ml 3,3', 5,5'-Tetramethylbenzidin (TMB), gelöst in Dimethylsulfoxid (DMSO).
8.
CONTROL + H HOHE POSITIVE KONTROLLE:
1 x 1,6 ml verdünntes Humanserum, das IgM-Antikörper gegen das (chimerische) T. gondii enthält.
Enthält < 0,1% Natriumazid und grünen Farbstoff. Gebrauchsfertig.
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9.
CONTROL + L NIEDRIGE POSITIVE KONTROLLE:
1 x 2,2 ml verdünntes Humanserum, das einen niedrigen Titer IgM-Antikörper gegen das T. gondii enthält.
Enthält < 0,1% Natriumazid und grünen Farbstoff. Gebrauchsfertig.
10. CONTROL – NEGATIVE KONTROLLE:
1 x 1,6 ml für IgM-Antikörper gegen das T. gondii negatives, verdünntes Humanserum. Enthält < 0,1%
Natriumazid und gelben Farbstoff. Gebrauchsfertig.
11. H2SO4 1N STOPPLÖSUNG:
1 x 12 ml 1N Schwefelsäure. Gebrauchsfertig.
12. SEALS HAFTFOLIE:
Zum Abdecken der Mikrotiterplatte während der Inkubationsphasen.
13. BAG FOLIENBEUTEL:
Zur Aufbewahrung der nicht verwendeten Streifen.
Vorsichtsmassnahmen
bioelisa TOXO IgM ist ausschliesslich für die IN VITRO-Diagnostik bestimmt.
Für den ausschließlichen Gebrauch durch Fachpersonal.
ACHTUNG: BIOLOGISCH GEFÄHRLICHES MATERIAL.
Das gesamte zur Herstellung dieses Produkts verwendete Humanmaterial ist unter Verwendung eines
zugelassenen kommerziellen Verfahrens auf die Anwesenheit von HBsAg, HIV-1/HIV-2 und HCV Antikörpern
getestet und für negativ befunden worden. Da kein Nachweisverfahren die Abwesenheit von infektiösen Agenzien
garantieren kann, ist dieses Produkt mit entsprechenden Vorsichtsmassnahmen zu handhaben:
-
-
Eine Berührung der Reagenzien mit Haut oder Augen vermeiden; bei Berührung mit reichlich Wasser
auswaschen.
Handschuhe verwenden.
Die Reagenzien nicht mit dem Mund pipettieren.
Nicht rauchen.
Alle benutzten Materialien sind separat in Behältern für biologische Abfälle zu entsorgen. Die Reste von
Proben, Kontrollen, aspirierte Reagenzien und Pipettenspitzen müssen in einem dafür vorgesehenen Behälter
gesammelt werden und eine Stunde bei 121°C autoklaviert werden oder mit Natriumhypochlorit in einer
Endkonzentration von 10% 30 Minuten lang behandelt werden. (Die Reste, die Säure enthalten können,
müssen vor Zugabe des Natriumhypochlorit neutralisiert werden).
Einige Reagenzien in diesem Kit enthalten Natriumazid als Konservierungsmittel. Natriumazid kann auf
Blei- oder Kupfer-Rohrleitungen und –Abflüsse reagieren und zu hochexplosiven Metallaziden führen. Beim
Entfernen der Reagenzreste muss mit genügend Wasser nachgespült werden.
Hinweise für die Handhabung:
-
Für sachgemäßes Auswaschen den Wascher auf den Mikrotiterplattentyp einstellen (flacher Grund).
Reagenzien aus unterschiedlichen Chargen nicht mischen.
Die Reagenzien nicht über das Verfallsdatum hinaus verwenden.
Verwenden Sie das Reagenz nicht, wenn Sie an irgendeinem zu dem Kit gehörenden Bestandteil irgendeine
Änderung des Erscheinungsbilds beobachten.
Es ist besondere Sorgfalt aufzuwenden, um eine Kontamination mit Bakterien und eine Kreuzkontamination
zwischen den Reagenzien zu vermeiden.
Zur Pipettierung jeder Probe und jedes Reagenz ist eine neue Einweg-Pipettenspitze zu verwenden.
Es ist sehr wichtig, darauf zu achten, dass die TMB-Substratlösung genau 5-10 Minuten vor ihrem Gebrauch
vorbereitet wird. In einem gut verschlossenen Behälter lichtgeschützt aufbewahren.
Reste von Seifen und/oder Oxidationsmitteln, die in den zur Herstellung der TMB-Substratlösung verwendeten
Gefässe zurückgeblieben sind, können die Reaktion beeinflussen. Bei Verwendung von Glasgefäßen sollten
diese darum mit 1N Schwefelsäure oder Salzsäure ausgewaschen mit reichlich destilliertem Wasser
ausgespült und vor Gebrauch getrocknet werden. Vorzugsweise sind Einweggefäße aus Kunststoff zu
verwenden.
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Lagerung und Stabilität
Bei einer Lagerungstemperatur von 2-8°C bleiben die Bestandteile bis zum auf dem Etikett angegebenen
Verfallsdatum haltbar. Der Beutel mit der Mikrotiterplatte muss vor dem Öffnen auf Raumtemperatur gebracht
werden, um eine Kondensationsbildung in den Vertiefungen zu vermeiden. Nach dem Öffnen des Beutels ist die
Mikrotiterplatte bei Lagerung zwischen 2 und 8°C im gut verschlossenen Kunststoffbeutel mit dem Silicagelbeutel
3 Monate haltbar. Die Waschlösung bleibt nach Verdünnung zwei Wochen haltbar, wenn sie bei 2-8°C gelagert
wird. Das verdünnte Konjugat ist nur einen Tag lang haltbar. Das Chromogen vor direktem Licht schützen. Die
TMB-Substratlösung ist nach Zubereitung nicht stabil, deshalb sind die Gebrauchsanweisungen sorgfältig zu
befolgen.
Erforderliches, nicht mitgeliefertes Material
Destilliertes oder deionisiertes Wasser.
Mehrkanalpipetten und Mikropipetten (10 µl, 100 µl, 1000 µl) und Einwegspitzen.
Inkubator bei 37°C  1°C.
Röhren/Mikroröhrchen für die Verdünnungen.
Stoppuhr.
Mikrotiterplattenmessgerät mit Filter 450 nm. Empfohlen wird ein Referenzfilter 620 oder 630 nm.
Manuelles oder automatisiertes Waschsystem.
Probenmaterial
Frisches Serum oder Plasma (EDTA) benutzen. Andere Antikoagulantien müssen zuvor evaluiert werden. Die
Proben können 3 Tage lang bei 2-8°C gelagert werden. Bei längerer Lagerung müssen die Proben eingefroren
werden (-20°C). Mehrmaliges Einfrieren und Auftauen der Proben ist zu vermeiden. Sichtbare suspendierte
Partikel sind durch Zentrifugieren zu entfernen. Die Seren oder Plasmen dürfen nicht hitzinaktiviert werden, da es
sonst zu falschen Ergebnissen kommen kann.
Automatische Verarbeitung
Dieser Test kann in seiner automatischen oder halbautomatischen Modalität in unterschiedlichen Instrumenten
eingesetzt werden. Beim Einsatz automatischer Systeme muss jedoch unbedingt geprüft werden, ob die
erhaltenen Probenergebnisse mit den Ergebnissen des manuellen Tests übereinstimmen. Der Anwender sollte das
Instrument in regelmäßigen Abständen validieren. Falls Sie Probleme bei der Programmierung und Einstellung der
automatischen Prozessoren von Biokit feststellen sollten, setzen Sie sich bitte mit Ihrem Händler in Verbindung.
DURCHFÜHRUNG (Siehe schematischer Ablauf)
Vorbereitung
Alle Reagenzien müssen vor Beginn des Tests auf Raumtemperatur gebracht worden sein (20-25°C).
Flüssige Reagenzien müssen vor Gebrauch vorsichtig gemischt werden.
Die konzentrierte Waschlösung ist mit destilliertem oder deionisiertem Wasser auf 1/10 zu verdünnen. Für eine
Platte 50 ml konzentrierte Waschlösung mit 450 ml Wasser mischen. Wird nicht die ganze Platte gebraucht, dann
eine proportional entsprechende Menge der Lösung herstellen.
1/101 Verdünnungen der zu analysierenden Proben vorbereiten, wobei zum Beispiel 10 µl Serum 1 ml
Verdünnungspuffer hinzugefügt werden. Gut mischen. DIE KONTROLLEN NICHT VERDÜNNEN; SIE SIND
GEBRAUCHSFERTIG.
ACHTUNG: Wenn manueller Versuch durchgeführt wird, ist es ratsam, alle Verdünnungen in Mikropipetten
durchzuführen und mit einer Mehrkanalpipette auf der Mikrotiterplatte zu dosieren.
Das konzentrierte Konjugat 1/51 mit dem Konjugatverdünnungsmittel verdünnen, siehe Tabelle 1. Wenn die
gesamte Platte verwendet wird, 300 µl konzentriertes Konjugat direkt in die Reagenzflasche, die 15 ml
Konjugatverdünnungsmittel enthält, hinzufügen. Sanft mischen.
TABELLE 1
Erforderliche Streifen
Verdünnungsmittel Konjugat ml
Konzentriertes Konjugat µl
1
1,0
20
2
2,0
40
4
4,0
80
6
6,0
120
8
8,0
160
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10
10,0
200
12
12,0
240
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Versuchsprotokoll
1. Nur die für den Test benötigte Anzahl Streifen verwenden. 8 Vertiefungen für Leerwert und Kontrollen
reservieren. Zwei Vertiefungen für die Bestimmung der negativen Kontrolle, zwei Vertiefungen für die hohe
positive Kontrolle und drei Vertiefungen für die niedrige positive Kontrolle. Je 100 µl von jeder verdünnten
Probe und von jeder Kontrolle in die entsprechenden Vertiefungen pipettieren. Eine Vertiefung für den
Substratleerwert freilassen.
2.
Die Mikrotiterplatte mit einer Haftfolie abdecken und 1 Stunde lang bei 37°C inkubieren.
3.
Die Haftfolie abnehmen und entsorgen. Den Inhalt aus den Vertiefungen herauspipettieren und diese
vollständig (ca. 350 µl) mit verdünnter Waschlösung befüllen. Den Vorgang aus Aspirierung und Auswaschen
weitere 3 Mal wiederholen. Stellen sie sicher, dass jede Vertiefungsreihe mindestens 15 Sekunden einweicht,
bevor ein neuer Aspirationszyklus einsetzt. Nach dem letzten Waschen die Platte umgekehrt über
saugfähigem Papier ausklopfen, um alle Flüssigkeitsüberschüsse in den Vertiefungen zu beseitigen.
4.
100 µl Konjugat auf jede Vertiefung der Mikrotiterplatte, mit Ausnahme der Vertiefung für den
Substratleerwert, übertragen. Blasenbildung vermeiden.
5.
Die Platte mit einer Haftfolie abdecken und 1 Stunde lang bei 37°C inkubieren.
6.
Während der letzten 5-10 Minuten dieser Inkubation die Substrat-Chromogen-Lösung zubereiten. Bei
Verwendung der ganzen Platte 280 µl der TMB-Chromogen-Lösung in die Reagenzflasche mit Substratpuffer
(14 ml) einfüllen und gut mischen. Wird nicht die ganze Platte benötigt, dann die erforderliche Menge gemäß
Tabelle 2 zubereiten. Die endgültige Lösung muss farblos sein; bei Blaufärbung nicht mehr verwenden.
TABELLE 2
Erforderliche Streifen
Substratpuffer ml
Chromogen (TMB) µl
1
1,0
20
2
2,0
40
4
4,0
80
6
6,0
120
8
8,0
160
10
10,0
200
12
12,0
240
HINWEIS: Das TMB ist in DMSO gelöst. Da die Schmelzpunkt von DMSO bei 18°C liegt muss das Chromogen vor
Gebrauch auf eine Temperatur von 20-25°C gebracht und gut gemischt werden. Eine Gelbfärbung der
Chromogenlösung ist normal.
7.
Die Haftfolie abnehmen und entsorgen. Die Platte wie unter Punkt 3 beschrieben aspirieren und waschen.
8.
100 µl des TMB-Substrats auf alle Vertiefungen sogar des Leerwertes hinzugeben.
9.
30 Minuten lang bei Raumtemperatur (20-25°C) inkubieren.
10. 100 µl Stopplösung in jede Vertiefung einfüllen, dabei die gleiche Reihenfolge und die gleichen Zeitabstände
einhalten wie bei der Zugabe des TMB-Substrats.
11. Das Messgerät anhand der Vertiefung mit der Leerwertsprobe bei 450 nm auf Null stellen und die Extinktion
jeder einzelnen Vertiefung innerhalb einer Zeitspanne von maximal 30 Minuten ablesen. Empfohlen wird eine
bichromatische Messung mit einem Referenzfilter von 620 - 630 nm.
Qualitätskontrolle
Die Ergebnisse einer Serie sind gültig, wenn folgende Kriterien erfüllt sind:
1.
2.
3.
4.
5.
6.
Substratleerwert: der Extinktionsgrad muss unterhalb oder gleich 0,100 sein.
Negative Kontrolle: Extinktion nach Abzug des Leerwertes kleiner als 0,120.
Niedrige positive Kontrolle: die Einzelwerte der Extinktionen dürfen nicht mehr als 30% vom Mittelwert der drei
Werte abweichen. Der Mittelwert der Extinktionen muss nach Abzug des Leerwertes größer oder gleich
0,200 sein.
Hohe positive Kontrolle: Extinktion nach Abzug des Leerwertes größer oder gleich 0,600.
Verhältnis hohe positive Kontrolle/niedrige positive Kontrolle  1,5.
Verhältnis negative Kontrolle/niedrige positive Kontrolle  0,5.
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Qualitative Ergebnisse
1. Den Mittelwert der Extinktion der niedrigen positiven Kontrolle berechnen. Das Ergebnis ist der Schwellenwert.
Schwellenwert = NPKx
2.
Die Extinktion der Probe durch den Schwellenwert teilen.
Positiv:
Negativ:
Zweifelhaft:
Verhältnis Extinktion/Schwellenwert  1,0
Verhältnis Extinktion/Schwellenwert  0,9
Verhältnis Extinktion/Schwellenwert  0,9  1,0
Halbquantitative Ergebnisse
1. Den Schwellenwert wie zuvor beschrieben berechnen.
2.
Die T. gondii-IgM-Antikörper-Konzentration in arbiträren Einheiten (AE/ml) berechnen, indem die Extinktion
der Probe durch den Schwellenwert geteilt und mit 10 multipliziert wird.
Verhältnis Extinktion
AE/ml = ----------------------------------- x 10
Schwellenwert
Ergebnis in AE/ml
 10
9
 9 < 10
Austwertung
Positiv
Negativ
Zweifelhaft
Auswertung der Ergebnisse
bioelisa TOXO IgM ist eine wertvolle Hilfe bei der Diagnose einer frischen Toxoplasmose.
Wenn eine Person mit T. gondii infiziert wird, reagiert das Immunsystems als Erstes mit der Produktion von
spezifischen IgM-Antikörpern. Diese Antikörper treten gewöhnlich zwei bis sechs Wochen nach der Infektion auf
und verschwinden normalerweise vier bis sechs Monate nach der Infektion. Sie können jedoch aufgrund von
individuellen Unterschieden auch länger vorhanden sein. Daher sollte die Diagnose einer akuten Infektion durch
die Bestimmung von T. gondii-IgM-Antikörpern mit einer Serokonversionsstudie spezifischer IgG ergänzt werden,
indem gepaarte Proben, die in einem Zeitraum von 2-3 Wochen entnommen wurden, getestet werden. Es wird
empfohlen, bioelisa TOXO IgG REF 3000-1214 zu verwenden.
Begrenzung der Methode
Wie auch bei anderen serologischen Untersuchungen, dienen die mit bioelisa TOXO IgM ermittelten Ergebnisse
lediglich als Hilfe bei der Diagnose und sollten unter Einbeziehung der Krankengeschichte des Patienten
interpretiert werden.
Im Falle zweifelhafter Ergebnisse wird empfohlen, den Test mit einer neuen Probe des Patienten und mit einem
anderen Verfahren zu wiederholen.
Für ein korrektes Funktionieren des Kits sind die Gebrauchsanweisungen unbedingt exakt einzuhalten. Jegliche
Abweichung davon kann zu irrtümlichen Ergebnissen führen.
Wie bei allen sehr empfindlichen Immuntests, besteht die Möglichkeit, positive Ergebnisse zu erhalten, die sich
nicht wiederholen.
Ein negatives Ergebnis schließt nicht die Möglichkeit des Vorhandenseins einer Toxoplasma-Infektion.
Erwartete Ergebnisse
In einer in Barcelona (Spanien) mit über 16.000 Serumproben schwangerer Frauen durchgeführten
multizentrischen Studie, hatten 28,6% der Frauen Toxoplasma-Antikörper. Die Anwesenheit spezifischer
12
IgM-Antikörper wurde bei 2,2% der Frauen mit Toxoplasma-Antikörpern festgestellt. In einer in Norwegen
zwischen 1992 und 1994 mit mehr als 35.000 schwangeren Frauen durchgeführten Studie hatten 11% der Frauen
Antikörper gegen Toxoplasma. Das Vorhandensein einer primären Infektion wurde bei 0,1% aller Probanden
13
festgestellt (1,2% derjenigen, die Antikörper hatten).
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Charakteristika des Tests
Evaluationen
Die Leistungsfähigkeit von bioelisa TOXO IgM wurde mit kommerziellen und internen Panels sowie in
Vergleichsstudien mit anderen kommerziellen Tests untersucht.
-
Ein kommerzielles BBI-Panel “anti-T. gondii mixed titer panel PTT201”, bestehend aus 25 charakterisierten Proben
wurde mit 2 Sets bioelisa TOXO IgM getestet. In Übereinstimmung mit den Ergebnissen der anderen kommerziellen
Methoden, erhielt man bei 19 Proben negative Ergebnisse (1 von ihnen im zweifelhaften Bereich mit einem der Sets)
und bei 6 Proben des Panels positive Ergebnisse.
-
In einer externen Untersuchung wurden 175 zuvor mit einer anderen kommerziellen Methode charakterisierte
Proben getestet (50 positive und 125 negative). Von den 50 als positiv charakterisierten Proben waren
44 reaktiv und von den 125 negativen Proben erbrachten 119 negative Ergebnisse mit bioelisa TOXO IgM. In
dieser Studie betrug die relative Sensitivität 88% (44/50) und die relative Spezifität 95,2% (119/125).
Präzision
Intra-Assay Reproduzierbarkeit:
Die erhaltenen Variationskoeffizienten für die Extinktionswerte einer positiven Probe, die 40 Mal repliziert wurde,
lagen bei 1,7%, 1,9% und 1,9% bei drei untersuchten Chargen.
Inter-Assay Reproduzierbarkeit:
Drei positive Proben unterschiedlichen Niveaus wurden in 3 verschiedenen Tests getestet. Die erhaltenen
Variationskoeffizienten für das Verhältnis Extinktion/Schwellenwert der 3 Proben lagen bei 4,1%, 11,6% und 8,1%.
Interferenzen
Um mögliche Interferenzen zu untersuchen wurden Proben mit einem potentiellen Risiko, Kreuzreaktionen
hervorzurufen, untersucht. Die Proben bestanden aus 7 für den rheumatoiden Faktor (RF) positiven Seren, 4 für
antinukleare Antikörper (ANA) positiven Seren und 10 von schwangeren Frauen. Alle Ergebnisse waren negativ,
mit Ausnahme einer für RF positiven Probe.
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bioelisa: Leitfaden zur Problemlösung
Problem
Mögliche Ursachen
Lösung
1. Kontrollen außerhalb der
Validierung.
1a. Temperatur, Inkubation
oder Pipettieren falsch.
1b. Unsachgemäße
Vorbereitung der
Reagenzien, falsche
Verdünnung. Reagenzien
nicht richtig
durchgemischt.
1c. Kreuzkontamination
zwischen Kontrollen.
Methode überprüfen. Den
Test wiederholen.
Methode überprüfen. Den
Test wiederholen.
1d. Falscher Lesefilter.
1e. Interferenz in der Optik.
1f. Es wurden Komponenten
aus unterschiedlichen
Chargen verwendet.
1g. Reagenzien abgelaufen.
2. Keine oder nur schwache 2a. Ein Reagenz oder
Färbung am Ende des
mehrere nicht oder in der
Tests.
falschen Reihenfolge
hinzugefügt.
2b. Konjugat inaktiv:
unsachgemäße
Konservierung oder
Verdünnung.
2c. Mikrotiterplatte inaktiv:
unsachgemäße
Konservierung.
2d. Substrat inaktiv:
unsachgemäße
Konservierung oder
Verdünnung, der
verwendete Behälter
beeinträchtigt die
Stabilität des Substrats,
Kreuzkontamination mit
der Stopplösung.
Sorgfältig pipettieren. Die
Reagenzflascheverschlüsse
nicht vertauschen. Den Test
wiederholen.
Überprüfen, ob ein Lesefilter
der Wellenlänge 450 nm
eingesetzt ist. Wird kein
620-630 nm-Referenzfilter
eingesetzt, dann erhöht sich
die Extinktion um ca. 0,050.
Das Messgerät überprüfen.
Den Grund der Vertiefungen
reinigen oder trocknen.
Prüfen, ob Luftblasen
eingeschlossen sind. Die
Ablesung wiederholen.
Keine Komponenten aus
unterschiedlichen Chargen
mischen, da diese spezifisch
für jeden Chargen
zusammengestellt sind.
Verfallsdatum des Kits prüfen.
Ein abgelaufenes Kit nicht
mehr verwenden.
Methode überprüfen. Den
Test wiederholen.
Prüfen, ob es zu einer
Kontamination gekommen ist.
Methode überprüfen. Den
Test wiederholen.
Die nicht verwendeten
Streifen sind immer im
verschließbaren Folienbeutel
zusammen mit dem
Trockenmittel aufzubewahren.
Den Test wiederholen.
Immer eine neu zubereitete
TMB-Lösung im
Substratpuffer verwenden.
Einwegbehälter verwenden
oder die Behälter mit Säure
oder Ethanol auswaschen und
mit desionisiertem Wasser
ausspülen. Methode
überprüfen. Den Test
wiederholen.
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bioelisa: Leitfaden zur Problemlösung
Problem
Mögliche Ursachen
Lösung
3. Zu starke Färbung in allen 3a. Substrat kontaminiert,
Prüfen, ob das vorbereitete
Vertiefungen der
Substrat farblos ist; bei
oxidiert oder
Mikrotiterplatte.
unsachgemäß vorbereitet. Blaufärbung nicht mehr
verwenden. Vor Verwendung
das TMB prüfen und
sicherstellen, dass es
vollkommen flüssig ist. Für
eine vollständige
Durchmischung des TMB im
Substratpuffer sorgen.
Einweg-Reagenzgläser
oder –Behälter verwenden
oder Behälter mit Säure oder
Ethanol auswaschen. Den
Test wiederholen.
3b. Reagenzien kontaminiert Auf Kontamination prüfen
(Trübung). Verdünnungen
oder unsachgemäß
prüfen. Den Test wiederholen.
zubereitet.
Die Qualität des
3c. Waschlösung (1x)
destillierten/deionisierten
kontaminiert.
Wassers zur Herstellung der
Verdünnung prüfen. Den Test
wiederholen.
Wascher prüfen. Die
3d. Waschen ungenügend
Vertiefungen bis zum Rand
oder nicht konsistent:
befüllen und vollständig
Füllmenge und/oder
aspirieren. Die Anzahl der
Aspirieren ungenügend
Waschzyklen erhöhen. Die
oder nicht einheitlich,
umgekehrte Platte auf
Anzahl der Waschzyklen
saugfähigem Papier
ungenügend. Wascher
ausklopfen. Den Test
kontaminiert.
wiederholen.
Nur die Waschlösung von
3e. Es wurde Waschlösung
biokit verwenden.
von einem anderen
Hersteller verwendet.
Methode überprüfen. Den Test
3f. Falsche Verdünnung der
wiederholen.
Proben.
4. Schlechte
4a. Probleme beim Waschen. Siehe Abschnitte 3c, 3d, 3e.
Reproduzierbarkeit oder
4b. Pipetten schlecht kalibriert Nur kalibrierte Pipetten mit
erhöhte Anzahl reaktiver
oder Pipettenspitzen nicht richtig eingesetzten
Proben, die sich nicht
Pipettenspitzen verwenden.
richtig eingesetzt.
wiederholen.
Sorgfältig und ohne Blasen
Unsachgemäße
und Spritzer pipettieren. Den
Pipettiertechnik.
Test wiederholen.
Reagenzien und Seren auf
4c. Reagenzien und Seren
nicht auf Raumtemperatur Raumtemperatur bringen und
vor Gebrauch gut mischen.
oder vor Gebrauch nicht
richtig gemischt.
4d. Mikrotiterplatten während Die Mikrotiterplatte vor Zugluft
geschützt lagern.
der Inkubationen der
Zugluft ausgesetzt.
4e. Zuviel Zeit bei der Zugabe Eine einheitliche und
konsistente Technik
von Proben und/oder
Reagenzien. Inkonsistente entwickeln.
Zeitintervalle. Luftblasen.
4f. Interferenzen in der Optik. Siehe 1e.
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