Allgemeine Tierzucht DNA
Werbung
DNA-Tests 1 Direkter vs indirekter Gentest Direkter Gentest (“Gentest”) - ursächliche Mutation wird direkt nachgewiesen - kann an jeder beliebigen Einzelprobe durchgeführt werden - Sicherheit theoretisch 100% Indirekter Gentest (“Markertest”) - ein oder mehrere Marker in enger Kopplung zur ursächlichen Mutation werden genotypisiert - benötigt normalerweise komplette Familien - Sicherheit <100% (sollte zusammen mit dem Testergebnis auf dem Befund stehen) 2 Datenbanken zu Gentests bei Hunden OMIA (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=omia&tool=toolbar) Inherited diseases in dogs (http://server.vet.cam.ac.uk/index.html) 3 Canine Leukocyten-Adhäsionsdefizienz (CLAD) Erbliche Immunschwäche beim Irish Setter Analoge Erkrankung auch bei Rind (BLAD) und Mensch (LAD) Bildquelle: http://www.irish-setter-club.de/start.htm 4 Canine Leukocyten-Adhäsionsdefizienz (CLAD) Symptomatik: Anfälligkeit gegenüber banalen Infekten letal im ersten Lebensjahr Leukozyten können nicht aus der Blutbahn ins Gewebe einwandern Ursache: Defekt in einem Oberflächenprotein auf Leukozyten (β β2 Integrin, CD18 Untereinheit) Erbgang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: Mutation im ITGB2 Gen führt auf Aminosäureebene zu Cys36Ser Nachweis: PCR-RFLP, direkter Gentest für CLAD seit 1999 Ähnliche Erkrankungen: severe combined immune deficiency (SCID) (Jack Russel Terrier, PRKDC Gen) X-linked SCID (Welsh Corgi, IL2RG Gen) http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=1163 http://www.optigen.com/opt9_test_clad.html 5 Kijas et al. (1999) Genomics 61:101-107 Hämophilie B Betroffene Rassen: Labrador Retriever, Lhaso Apso und andere andere Spezies: Mensch, Hunde mit Hämophilie B sind Tiermodelle für Gentherapieversuche Bildquelle:http://www.wiscoy.com/spotlight/guiness.html Symptomatik: Bildquelle:http://www.ilt-tibet.de/s_lhasa.htm verzögerte Blutgerinnung anhaltende Blutungen bei geringfügigen Verletzungen 6 Hämophilie B Ursache: Fehlen von Faktor IX (F9) der Blutgerinnungskaskade Erbgang: monogen X-chromosomal rezessiv Molekulargenetik: verschiedene Mutationen im F9 Gen (allelische Heterogenität), z.T. aufgeklärt Experimentelle Kolonie, Chapel Hill University: Nachweis: c.1477G>A Lhaso Apso: c.772_777delinsT Labrador Retriever: Deletion des gesamten F9 Gens G379E frameshift direkte Gentests für bekannte Mutationen möglich, häufig de novo Mutationen Ähnliche Erkrankungen: - Hämophilie A (Mutationen im F8 Gen für im Faktor VIII), X-chromosomal rezessiv - Faktor VII Defizienz (Mutation im F7 Gen), autosomal rezessiv, milderer Phänotyp http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=54 Evans et al. (1989) PNAS 86:10095-10099 7 Mauser et al. (1996) Blood 88:3451-3455 Brooks et al. (1997) JAVMA 211:1418-1421 X-linked Alport Syndrom (XLAS) Synonyme: hereditäre Glomerulopathie, hereditäre Nephritis Betroffene Rassen: verschiedene Rassen, erstmalig beim Samojeden identifiziert andere Spezies: Mensch Bildquelle: http://www.dcnh.de/ Symptomatik: progressive Nierenerkrankung Proteinurie mit 3-6 Monaten, Nierenversagen mit 8 Monaten manchmal zusätzlich Hör- und/oder Sehdefekte 8 Proteinurie manchmal auch bei Anlageträgerinnen feststellbar (nicht progressiv) X-linked Alport Syndrom (XLAS) Ursache: Defekte Basalmembranen, glomeruläre Basalmembran besonders stark betroffen Bestimmte Kollagen Typ IV Form defekt Erbgang: aufgeklärte Formen: monogen X-chromosomal rezessiv (Kollagen-Mutationen können auch dominant sein) Molekulargenetik: Samojede: Beagle-Mischl.: Nachweis: Punktmutation im COL4A5 Gen: c.3079G>T Gly1027Stop 10 bp Deletion im COL4A5 Gen: c.513_522del direkte Gentests für bekannte Mutationen möglich, häufig de novo Mutationen 9 http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=50 Zheng et al. (1994) PNAS 91:3989-3993 Cox et al. (2003) Mamm Genome 14:396-403 Progressive Retina-Atrophie (PRA) fortschreitende Degeneration der Photorezeptoren in der Netzhaut führt zur Erblindung viele verschiedene Formen bei unterschiedlichen Rassen bekannt Bildquelle: http://www.netpets.com/dogs/healthspa/pra.html 10 Progressive Retina-Atrophie (PRA) Rasse Erbgang betroffenes Gen Gentest Englischer Mastiff autosomal dominant RHO direkter Gentest, dom. PRA Irish Setter autosomal rezessiv PDE6B direkter Gentest, rcd1-PRA Welsh Corgi autosomal rezessiv PDE6A direkter Gentest, rcd3-PRA Siberian Husky, Samojede X-chrom. rezessiv RPGR direkter Gentest, XL-PRA Cocker Spaniel, Labrador, autosomal rezessiv PRCD direkter Gentest, prcd-PRA Zwergpudel, Entlebucher SH, … Es existieren weitere PRA-Formen, bei denen das ursächliche Gen noch nicht gefunden wurde !!! http://www.optigen.com/opt9_test.html http://www.optigen.com/opt9_prcdpramutation.html 11 Zangerl et al. (2006) Genomics 88:551-563 Zhang et al. (2002) Hum Mol Genet 11:993-1003 GM1-Gangliosidose Betroffene Rassen: Portugiesischer Wasserhund, Shiba Inu, Alaskan Husky andere Spezies: Mensch, Katze, Maus Bildquelle:http://www.akc.org/breeds /portuguese_water_dog/photos.cfm Symptomatik: Bildquelle: http://www.dcnh.de/ Bildquelle: http://www.dcnh.de/ fortschreitende neurologische Ausfallserscheinungen Ataxien, besonders der Hintergliedmassen proportionierter Minderwuchs Störungen des Knochenwachstums, verzögerte Ossifikation Tod < 1 Jahr 12 GM1-Gangliosidose Histologische Hauptbefunde im zentralen und autonomen Nervensystem: Aggregation und Dissolution der Nissl-Substanz Exzentrische Verlagerung des Zellkerns Ansammlung von feingranulärem Material im Zytoplasma Bildquelle: Wolfgang Baumgärtner,Tierärztliche Hochschule Hannover 13 GM1-Gangliosidose Bildquelle: Jim Mickelson, University of Minnesota Bildquelle: Wolfgang Baumgärtner,Tierärztliche Hochschule Hannover verzögerte enchondrale Ossifikation, Ausbildung von “growth arrest lines” 14 GM1-Gangliosidose Biochemie: Fehlen oder falsche Prozessierung der lysosomalen sauren β-Galactosidase Pathogenese: lysosomale Speicherkrankheit Ganglioside (Bestandteil von Zellmembranen, insbesondere Neuronen) normal: Abbau in Lysosomen GM1-Gangliosidose: Anhäufung lysosomaler Ganglioside “Speicher” Absterben der betroffenen Zellen Erbang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: Mutationen im GLB1 Gen Portugiesischer Wasserhund: c.179G>A Gentest: (Arg60His) Shiba Inu: c.1668delC Alaskan Husky: 19 bp Duplikation: c.1688-1706dup19 direkte Gentests für die drei o.g. Rassen 15 http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=702 Kreutzer et al. (2005) Genetics 170:1857-1861 GM1-Gangliosidose beim Alaskan Husky +1 ATG DNA +2007 19 bp Duplikation TGA GLB1 Gen DNA 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 15 14 16 Transkription 19 nt prä-mRNA pre-mRNA 14 15 16 RNA Spleissen PTC 19 nt mRNA mRNA 14 Protein 15 16 frameshift, del 78 Aminosäuren 14 16 frameshift, del 85 Aminosäuren 16 Kreutzer et al. (2005) Genetics 170:1857-1861 GM1-Gangliosidose beim Alaskan Husky Prinzip des Gentests: +1688 +1706 +1482 exon 14 +1483 +1737 exon 15 +1738 exon 16 19 bp Duplikation PCR Produkt Ex15_F Ex15_R Experiment (Agarosegel nach der PCR): 202 bp 183 bp Wildtyp +/+ erkrankt -/- Anlageträger +/- 17 Kreutzer et al. (2005) Genetics 170:1857-1861 Neuronale Ceroid-Lipofuscinose Betroffene Rassen: Border Collie, English Setter, Golden Retriever, Tibet Terrier, Dachshund, American Bulldog, . . . Andere Spezies: Mensch, Rind, Schaf, Pferd Bildquelle: http://www.english-setter-club.de/home.html Bildquelle: http://www.cfbrh.de/Rasse_BoC_portrait.html Symptomatik: Bildquelle:http://www.of-golden-gambler.de Bildquelle:http://www.tibethunde-ktr.de/galerie/galerie_05.htm progressive Neurodegeneration, Ataxie, häufig Erblindung Border Collie: erste Symptome mit ~15 Monaten, Tod <28 Monate Dachshund: erste Symptome mit ~9 Monaten, Tod mit 12 Monaten 18 Neuronale Ceroid-Lipofuscinose Ursache: lysosomale Speicherkrankheit, Anhäufung von Lipopigmenten in den Lysosomen Absterben von Zellen, bevorzugt Neuronen beim Menschen sind zur Zeit Mutationen in 8 verschiedenen Genen für NCL bekannt (= Locus Heterogenität bei Mensch und Hund) Erbgang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: Border Collie Punktmutation im CLN5 Gen: c.619C>T p.Q206X English Setter Punktmutation im CLN8 Gen: c.491C>T p.L164P Dachshund 1 nt Deletion im CLN2 Gen: American Bulldog Punktmutation im CTSD Gen: c.597G>A Nachweis: c.325delC p.M199I direkte Gentests in den o.g. Rassen, in anderen Rassen z.T. kein Gentest verfügbar http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=357 Melville et al. (2005) Genomics 86:287-294 19 Katz et al. (2005) Biochem Biophys Res Comm 327:541-547 Awano et al. (2006) Mol Genet Metab 89:254-260 Awano et al. (2006) Mol Genet Metab 87:341-348 Kongenitale Myotonie Betroffene Rassen: Zwergpinscher andere Spezies: Mensch, Ziege, Maus Bildquelle: http://www.riesenschnauzerzucht.ch/4735.html Symptomatik: verzögerte Muskelrelaxation nach Muskelanspannung Muskelhypertrophie 20 Kongenitale Myotonie Ursache: veränderte Cl- Permeabilität des sarkoplasmatischen Retikulums Defekt im Chloridkanal 1 der Skelettmuskulatur (CLCN1) Erbgang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: Punktmutation im CLCN1 Gen: c.803C>T bzw. T268M Nachweis: direkter Gentest 21 http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=2053 Rhodes et al. (1999) FEBS 456:54-58 Epilepsie Betroffene Rassen: alle Hunderassen, Prävalenz ~5 %, molekular aufgeklärte Form b. Rauhhaarteckel andere Spezies: Mensch Bildquelle: http://www.dtk1888.de/ Ätiologie: Epilepsie: Umwelteinflüsse (z.B. Trauma) und/oder genetische Faktoren Mehrere rein-genetische monogen bedingte Formen der Epilepsie bei Hunden bekannt Teckel:progressive myoklonische Epilepsie (PME, Lafora disease) 22 Epilepsie Ursache: Mutationen im „NHL repeat containing 1“ Protein (NHLRC1). Dieses Protein hat möglicherweise eine Funktion beim Abbau defekter Proteine. Erbgang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: expandierter 12 bp-Repeat im NHLRC1 (=EPM2B) Gen: 19-26 statt 2-3 Kopien Lohi et al. (2005) Science 307:81 wt mut wt PCR geht nur auf deaminierter DNA wegen hohem GC Gehalt 23 Mutation reduziert Expression >900-fach vermutlich wegen extremer Sekundärstruktur Hyperkalemic Periodic Paralysis (HYPP) Kaliuminduzierte Anfälle von Skelettmuskellähmung Quarterhorse (Paint, Appaloosa u.a.), Mensch Bildquelle: http://www.foundationhorses.com/impressive_syndrom.htm Nachkommen des Hengstes „Impressive“ („Impressive Syndrome“) > 50‘000 Nachkommen Erkrankung häufig mit besonders starker Bemuskelung assoziiert unbeabsichtige Selektion des Defekt-Allels 24 Hyperkalemic Periodic Paralysis (HYPP) Symptomatik: Muskelschwäche, -tremor Kollaps während des Trainings: Laryngospasmus, Hypoxie, Hyperkapnie, Arrhythmien Labor: K+-Spiegel im Blut erhöht Alter: 2-4 Jahre (6 Monate – 14 Jahre) Therapie: kaliumarme Diät Erbgang: monogen autosomal (ko)dominant Ursache: Defekt im Gen für eine Untereinheit eines Na+-Kanals (SCN4) C/G-Punktmutation, Austausch Phe > Leu in IVS3 Nachweis: PCR-RFLP, direkter Gentest für HYPP seit 1992 http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=61 http://www.vgl.ucdavis.edu/~lvmillon/hypp/hypp_facts.html http://www.foundationhorses.com/impressive_syndrom.htm 25 Rudolph et al. (1992) Nature Genetics 2:144-147 Erbliche Immunschwäche bei Arabern (SCID) Bildquelle: http://www.tiho-hannover.de/einricht/zucht/eaap/descript/1447.htm Severe combined immunodeficiency (SCID) Vollständiges Fehlen von B- und T-Lymphozyten Tiere sterben früh an opportunistischen Infektionen Araber, Mensch, Maus ... 26 Erbliche Immunschwäche bei Arabern (SCID) Ursache: keine funktionelle DNA-abhängige Proteinkinase (DNA-PK) Pathogenese: VDJ-Rekombination unmöglich (Sequenzspezifische Rekombination zur Umlagerung von Genen für Immunglobuline und T-Zell-Rezeptoren) keine funktionsfähigen Antikörper und T-Zell-Rezeptoren keine B- und T-Zellen schwere Immunschwäche Erbgang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: 5 bp Deletion im Gen für die katalytische Untereinheit der DNA-abhängigen Proteinkinase (PRKDC) (frameshift-Mutation) Nachweis: direkter Gentest für SCID seit 1997 http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=447 27 http://www.aht.org.uk/clinics_equ_disord_scidm.html Shin et al. (1997) J. Immunol. 158:3565-3569 Glycogen Branching Enzyme Deficiency (GBED) Betroffene Rassen: Quarterhorse, Paints Mensch: Andersen disease, GSD Typ IV Bildquelle: Jim Mickelson, University of Minnesota Symptomatik: variable Symptome bei Fohlen, Leber, Herz und Skelettmuskulatur können betroffen sein häufig Hyperflexion der Gliedmassen Leukopenie, Hypoglykämie progressive Schwäche, Tod < 5 Monate 28 Glycogen Branching Enzyme Deficiency (GBED) spezifischer Nachweis der Erkrankung: PAS-Färbung für Polysaccharide im Gewebe Skelettmuskulatur eines normalen Pferds Bildquelle: Jim Mickelson, University of Minnesota gleichmässige Verteilung von Glykogen Skelettmuskulatur eines erkrankten Fohlens Bildquelle: Jim Mickelson, University of Minnesota abnormale Verteilung veränderte chemische Stuktur der Polysaccharide 29 Glycogen Branching Enzyme Deficiency (GBED) Biochemie: Fehlen des “Glycogen Branching Enzyme” = Amylo-(1,4 1,6)-Transglucosidase Pathogenese: keine Verzweigungen in neu synthetisiertem Glykogen sehr lange äussere Zweige im Glykogen mangelnde Verfügbarkeit von Glucose aus der Glykogenolyse Erbang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: Punktmutation in Exon 1 des equinen GBE1 Gens c.102C>A führt zu einem Stopcodon auf Aminosäureebene Tyr34Stop Gentest: direkter Gentest seit 2004 http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=2678 30 http://academic-server.cvm.umn.edu/neuromuscularlab/GBED.htm Ward et al. (2004) Mamm. Genome 15:570-577 Glycogen Branching Enzyme Deficiency (GBED) Zantanon: 1920s; 46 Fohlen 30 29 x x 28 King: 1930s - 1940s; 658 Fohlen xx x x Poco Bueno: 1940s - 1960s; 405 Fohlen 31 27 x xx x x Hengst 26: > 1,000 Fohlen 24 25 x x x x x x x 4 1 CA AL 7 5 NA 26 21 xx 16 12 9 KH IA KD IN 20 17 14 MK MU1 MU2 22 MO 32 31 Bildquelle: Jim Mickelson, University of Minnesota Polysaccharide Storage Myopathy (PSSM) subsarcolemmales Glycogen Intrazelluläre Ablagerungen von abnormalen Polysacchariden Bildquelle: Firshman et al. (2006) Vet Pathol 43:257-269 Symptomatik: Rhabdomyolyse bei Anstrengung Rasse: Quarter Horse, Kaltblutrassen, selten Warmblut Pathophysiologie: erhöhte Glykogen-Synthase Aktivität Erbgang: monogen autosomal dominant Molekulargenetik: Mutation im GYSI Gen für die Skelettmuskel-spezifische Glykogensynthase c.926G>A bzw. p.309R>H genetisch heterogen, es existieren noch weitere unbekannte Mutationen !!! Gentest: direkter Gentest verfügbar seit 2007 32 McCue et al. (2007) conference report Epidermolysis bullosa beim Kaltblut (EB) Bildquelle: Milenkovic et al. 2003 Genet. Sel. Evol. 35:249-256 Fehlen der Epidermis, besonders an den Gliedmassen Läsionen in der Mundhöhle Ablösung von Hufen perinatal letal 33 Epidermolysis bullosa beim Kaltblut (EB) Mensch: Epidermolysis bullosa junctionalis, Herlitz-Pearson Typ (heterogen) Pathogenese: Ablösung der Epidermis von der Basalmembran, Hemidesmosomen werden nicht korrekt verankert Ursache: Defekt in der γ2-Untereinheit von Laminin 5 Erbgang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: Insertion eines Nucleotids in Exon 10 des LAMC2 Gens c.1368-1369insC frameshift-Mutation Nachweis: direkter Gentest für EB seit 2002, direkte Grössenbestimmung eines PCR-Produkts 171 bp 170 bp 34 http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=612 Spirito et al. (2002) J. Invest. Dermatol. 119:684-691 Milenkovic et al. 2003 Genet. Sel. Evol. 35:249-256 Lethal White Foal Syndrome (LWFS, OLWS) Bildquelle: http://www.mustangs4us.com/Horse%20Colors/frame.htm Bildquelle: http://www.horsecity.com/stories/020904/hea_lethalwhite_ML.shtml weisse Fohlen aus Overo x Overo Anpaarungen Koliksymptome, fehlender Kotabsatz, Aufblähen des Bauches, Megacolon Tod innerhalb weniger Tage nach der Geburt 35 Lethal White Foal Syndrome (LWFS, OLWS) Vorkommen: Pferd, Mensch (Hirschsprung disease), Maus, Ratte (spotted lethal) Pathogenese: Entwicklungsstörung einer Subpopulation von Zellen der Neuralleiste Vorläuferzellen des intestinalen Nervensystems sowie Melanocyten Ursache: Defekt im Endothelin B Rezeptor Erbgang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: 2 bp Substitution im EDNRB Gen c.353_354CT>AG führt auf Aminosäureebene zu Ile118Lys Nachweis: direkter Gentest für Overo seit 1998, z.B. über allelspezifische PCR N/N N/O O/O 118Ile/118Ile 118Ile/118Lys 118Lys/118Lys Wildtyp overo LWFS, lethal (einfarbig) (gescheckt) (weiss) http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=1207 http://www.vetmed.ucdavis.edu/ceh/HR20-3lethal.html 36 Santschi et al. (1998) Mamm. Genome 9:306-309 Roan / Dominantes Weiss RN/rn Phänotyp: W/w heterozygot: teilweise oder vollständige Depigmentierung homozygot: embryonal lethal (?) Erbgang: monogen autosomal dominant Molekulargenetik: RN mit KIT Gen gekoppelt, ursächliche Mutationen unbekannt W p.K236X (Araber) p.A602V (Camarillo White Horse) p.G654R (Vollblut) p.Y717X (Freiberger) weitere unbekannte Mutationen 37 Marklund et al. (1999) Mamm Genome 10: 283-288 Haase et al. (2007) PLOS Genetics, in press Dermatosparaxis (HERDA) Bildquelle: White et al. (2004) Bildquelle: Borges et al. (2005) Bildquelle: Borges et al. (2005) Symptomatik: lose verschiebbare Haut, leicht verletzbar, Bildung von Narben Rasse: Quarter Horse Alter bei Diagnose: 0-2 Jahre (evtl. bis 4 Jahre) Pathophysiologie: Störung in der Kollagenstruktur ? (vgl. Ehlers-Danlos Syndrom b. Mensch) Erbgang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: Mutation im PPIB Gen für die Peptidylprolylisomerase B (Cyclophilin B) c.115G>A bzw. p.39G>R Gentest: direkter Gentest verfügbar seit 2007 38 http://omia.angis.org.au/cgi-bin/retrieve.py?pid=2646 Tryon et al. (2005) Am J Vet Res 66:437-442 Tryon et al. (2007) Genomics 90:93-102 Hämophilie A Symptomatik: stark verzögerte Gerinnungszeit, häufig lethal in den ersten Lebenstagen Pathophysiologie: Mangel an Faktor VIII Erbgang: X-chromosomal rezessiv, Mangel von Faktor VIII Molekulargenetik: bisher nie aufgeklärt, vermutlich Mutationen im F8 Gen 39 http://omia.angis.org.au/cgi-bin/retrieve.py?pid=57 Anterior Segment Dysgenesis (ASD) Rasse: Rocky Mountain horse Phänotyp: kongenitale Augenmissbildung Erbgang: monogen autosomal kodominant heterozygot Zysten im Glaskörper homozygot multiple anteriore Segment-Anomalien 40 http://omia.angis.org.au/cgi-bin/retrieve.py?pid=2619 Ewart et al. (2000) J Hered 91:93-98 Merkmale mit komplexer bzw. unbekannter Vererbung Bewegungsapparat – Entwicklungsstörungen – OCD Allergische Erkrankungen – Atemwege (COPD, RAO), Sommerekzem Muskelerkrankungen – “Tying Up” Kongenitale Erbfehler – Mikropthalmie, Zwergwuchs, Schädelmissbildungen, Luftsacktympanie, Hernien, Kryptorchismus, zerebelläre Abiotrophie, offene/rupturierte Harnblase, Atresia ani . . . Geschlechtsbildung – Testikuläre Feminisierung Infektionsresistenz – Streptokokken (Strangles), West Nil Virus, Parasiten, etc. Alterungsprozess – Arthritis, Cushing Syndrom Laminitis Leistung Geschwindigkeit, Sprungvermögen, Dressur, Ausdauer Verhalten Gangarten, Temperament, Motivation, Verhaltensstörungen 41 OCD - Sprunggelenk Bildquelle: Catherine Wittwer 42 OCD - Fesselgelenk osteochondrales Fragment distal der Gleichbeine Bildquelle: Catherine Wittwer osteochondrales Fragment dorsal am Sagittalkamm des Fesselgelenkes 43 Bildquelle: Catherine Wittwer Atemwegserkrankungen Welche Pferde sind eigentlich wirklich krank ? subklinisch - leicht - mäßig - schwer RAO IAD Reccurent airway Inflammantory airway disease obstruction Healthy race horse 44 Bildquelle: Vinzenz Gerber Polycystic Kidney Disease (PKD, PKD1) fortschreitende Zystenbildung in der Niere Vorkommen bei Perserkatzen und deren Kreuzungen (Prävalenz ~30 %) analoge Erkrankung auch beim Mensch bekannt (beim Menschen ist PKD heterogen) Bildquelle: http://www.perser-colourpoints.ch/Katzensite/Home/Home.htm 45 Polycystic Kidney Disease (PKD, PKD1) Bildquelle: http://de.wikipedia.org/wiki/Bild:PKD_cat.jpg 46 Polycystic Kidney Disease (PKD, PKD1) Symptomatik: etwa ab dem 7. Lebensjahr Appetitlosigkeit, vermehrter Durst, vermehrter Harnabsatz, Gewichtsverlust tastbare Nierenvergrösserung Diagnose: Ultraschall (Sensitivität >90 % ab etwa 8 Monaten) Gentest (Sensitivität 100 % ab der Geburt) Ursache: Defekt im Protein „Polycystin“, Störungen in Zell-Zell-Kontakten und Differenzierung von Epithelzellen Erbgang: monogen autosomal dominant Molekulargenetik: C > A Mutation in Exon 29 des PKD1 Gens, Nonsense Mutation ( Stopcodon) Nachweis: direkter Gentest, z.B. über PCR-RFLP 47 http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=1451 Lyons et al. (2004) J. Am. Soc. Nephrol. 15:2548-2555 α-Mannosidose Betroffene Rassen: Perserkatze, Kurzhaar & Langhaar Katzen andere Spezies: Mensch Bildquelle: Walkley et al. (1994) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91:2970-2974 Symptomatik: fortschreitende neurologische Ausfallserscheinungen Tremor, Ataxien, sensorische Störungen (Taubheit) proportionierter Minderwuchs Tod < 6-8 Monate 48 α-Mannosidose Biochemie: Fehlen oder falsche Prozessierung der lysosomalen α-Mannosidase Pathogenese: lysosomale Speicherkrankheit Mannose-reiche Glykoproteine und Oligosaccharide normal: Abbau in Lysosomen Mannosidose: Anhäufung lysosomaler Substrate “Speicher” Absterben der betroffenen Zellen Erbang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: Mutationen im MAN2B1 Gen Gentest: Perserkatze: c.1749_1752del4 (Frameshift Stopcodon) Langhaar Katzen: Mutation noch nicht bekannt direkter Gentest nur für Perserkatzen 49 http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=1199 Berg et al. (1997) Biochem. J. 328 (Pt3):863-870 GM2-Gangliosidose Betroffene Rassen: Korat-Katze, Kurzhaar Katzen andere Spezies: Mensch (Sandhoff disease) Bildquelle: http://www.korat-katzen.de/ Symptomatik: fortschreitende neurologische Ausfallserscheinungen Ataxien proportionierter Minderwuchs Tod < 1 Jahr 50 GM2-Gangliosidose Biochemie: Fehlen oder falsche Prozessierung der β-Untereinheit der Hexaminosidase β-N-Acetylhexosaminidase, Dimer, 2 Isoformen: αβ & ββ fehlerhafte β-Untereinheit: vollständiger Funktionsverlust Hexosaminidase Pathogenese: lysosomale Speicherkrankheit Ganglioside (Bestandteil von Zellmembranen, insbesondere Neuronen) normal: Abbau in Lysosomen GM2-Gangliosidose: Anhäufung lysosomaler Ganglioside “Speicher” Absterben der betroffenen Zellen Erbang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: Mutationen im HEXB Gen Gentest: Korat-Katze: c.39delC Kurzhaar Katzen: c.1467_1491inv25 ( Stopcodon) direkte Gentests für beide Rassen 51 http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=704 Muldoon et al. (1994) Am. J. Pathol. 144:1109-1118 Martin et al. (2004) Exp. Neurol. 187:30-37 Haarlänge Norwegische Waldkatze Perser Maine Coon Ragdoll http://www.cfa.org/ Somali 52 Haarlänge Abessinier Bildquelle: http://www.theabycat.com Klassische Genetik: Locus L, Somali Bildquelle: http://www.somalicatclub.com Allele für lange Haare rezessiv (l) Allel für kurze Haare dominant (L) 53 Haarlänge Somali I II 1 III 2 1 2 3 3 4 1 2 3 4 5 6 I II 1 6 5 Abyssinian 2 1 2 3 4 7 Verschiedene Mutationen im FGF5 Gen verantwortlich für lange Haare bei Katze und Hund ! 54 Housley & Venta (2006) Anim Genet 37:309-315 Drögemüller et al. (2007) Anim Genet 38:218-221 Haarlänge bei der Katze c.182T>A c.194C>A c.474delT c.475A>C FGF5 TAA ATG 104 361 gt gt 1 348 ag 3 ag 17 TGA 2 361 ATG FGF5S c.182T>A p.V61D Hair length Breed Long Crossbred Maine Coon Norwegian Forest cat Persian Ragdoll Somali total Short Crossbred Abyssinian Egyptian Mau Oriental total No. of animals TT AT 8 12 11 2 2 1 8 12 36 25 3 50 1 2 2 48 1 2 2 2 55 53 2 3 c.194C>A p.P65H AA 8 CC 8 CA AA TT 8 12 2 2 1 8 1 11 2 2 1 25 25 3 2 2 1 8 c.474delT frameshift 8 3 28 22 1 2 1 1 49 1 2 2 31 24 54 T- 6 Vermutlich kausale Mutationen für lange Haare: c.475A>C p.T159P -- 5 AA 5 8 AC 1 3 CC 8 1 c.182T>A c.194C>A c.474delT 2 2 1 6 5 13 4 14 29 19 1 1 33 20 1 2 2 55 Drögemüller et al. (2007) Anim Genet 38:218-221 BLAD Bovine Leukozyten-Adhäsions-Defizienz erbliche Immunschwäche, Holstein Rinder Berühmter Träger: Carlin-M Ivanhoe Bell (>79’000 Töchter, >1’200 Testbullen) Klinik: Leukozytose, Kümmern, Bronchopneumonie, Tod im 1. Lebensjahr genetischer Defekt eines Oberflächenproteins (ß2-Integrin) der Leukozyten Erbkrankheit: autosomal rezessiv Ursache: Mutation von A→ →G an cDNA Position +383 des CD 18 Gens CD18 Gen codiert für Untereinheit des ß2 Integrins molekulargenetischer Nachweis der ursächlichen A→ →G Punktmutation im Exon 5 des CD18 Gen als PCR-RFLP (direkter Gentest) 56 Gentest für BLAD (PCR-RFLP) PCR mit genspezifischen Primern IVAN.2 und IVAN.3 101 bp Amplifikat aus CD18 Gen Spaltung a) mit TaqI (T/CGA) schneidet bei BLAD nicht b) mit HaeIII (GG/CC) schneidet bei BLAD (interne Kontrollschnittstellen beachten) Gelelektrophorese bp 101 bp 84 52 32 17 bp 65 46 36 19 Diagnose BLAD = Merkmalsträger (erkrankt) BL = Anlageträger (gesund) TL = BLAD-frei (gesund) GG AG AA 57 Shuster et al (1992) PNAS 89: 9225-9229 CVM Complex Vertebral Malformation Erbliche Entwicklungsstörung, Holsteins, aktuell häufigster Erbdefekt bei Rindern Erbgang: Monogen autosomal rezessiv Berühmter Träger: Carlin-M Ivanhoe Bell (>79’000 Töchter, >1’200 Testbullen) Phänotyp: meistens Abort während der Trächigkeit, selten Totgeburten 58 Thomsen et al. Genome Res 16:97-105 (2006) CVM – Positionelle Klonierung 59 Ursächliche Mutation auf BTA 3 Thomsen et al (2006) Genome Res 16:97-105 CVM – Molekulargenetik +538G>T Ursache Punktmutation V180F im SLC35A3 Gen für UDP-N-Acetylglucosamin Transporter Pathogenese gestörter Transport von Kohlenhydraten in den Golgi-Apparat gestörte Glykosilierung von Proteinen Störung des Notch-Signaltransduktionswegs (Normalerweise wird N-Acetylglucosamin durch Fringe auf Notch übertragen.) Störungen in der Embryonalentwicklung (Somiten) Gentest direkter Gentest zur Erkennung von Anlageträgern (patentiert !) 60 Thomsen et al (2006) Genome Res 16:97-105 Doppellender ( Myostatin-Gen) Blaue Belgier (Belgian Blue) Extreme Bemuskelung (+ 20 %), reine Fleischrasse Muskuläre Hyperplasie (mehr Muskelzellen, Größe der Zellen normal) Verminderte Fruchtbarkeit Verminderte Milchleistung Häufig Schwergeburten monogen autosomal rezessiver Erbgang 61 Ansteigende Muskelmasse bei verschiedenen Myostatin-Genotypen 62 Myostatin-Gen MSTN Myostatin knock out Maus zeigt ebenfalls muskuläre Hyperplasie Myostatin = Homologie zu Wachstumsfaktoren (TGF-ß) Rind: 11 bp Deletion im Myostatin Gen auf BTA 2 (Belgian Blue) insgesamt 7 verschiedene Allele beschrieben 5 Allele führen zu Funktionsverlust (Doppellender) Gentest: abhängig von der Rasse verschiedene Mutationen bei Belgian Blue: PCR + Gelelektrophorese Doppellender-Allel liefert 11 bp kürzere Bande Gel: Wildtyp heterozygot Doppellender 11 bp 63 Zwicken – Free-Martins Zwillinge männlich – weiblich Fusion von Blutgefäßen der Feten während Trächtigkeit Austausch von (Stamm)-Zellen Chimäre Tiere entstehen Zellen haben unterschiedliche Karyotypen (XX, XY) XY-Zellen im weiblichen Kalb Expression männlicher Geschlechtshormone weibliches Kalb ist unfruchtbar ! Diagnose: 1. PCR 2. Gelelektrophorese: XY XX Zwicke Karyogramm des weiblichen Tieres (aufwendig) PCR mit Y-spezifischen Primern (einfach) 64 Syndaktylie („Mulefoot“) Erbliche Entwicklungsstörung, Holsteins, Simmental und andere Rassen Erbgang: Monogen autosomal rezessiv Phänotyp: Zusammengewachsene Klauen an 1-4 Extremitäten (variable Expressivität) 42. Tag der Trächtigkeit: Entwicklungsstörung deutlich sichtbar 65 Duchesne et al. (2006) Genomics 88:610-621 Syndaktylie („Mulefoot“) Ursache (1) Häufigste Mutation (Holstein): 2-Basenaustausch LRP4 Gen für low density lipoprotein receptor-related protein 4 cDNA: c.4863_4864delinsAT Protein: p.[N1621K;G1622C] Wildtyp Heterozygot Syndaktylie Gentest direkter Gentest zur Erkennung von Anlageträgern 66 Duchesne et al. (2006) Genomics 88:610-621 Syndaktylie („Mulefoot“) Ursache (2) weitere Mutationen im LRP4 Gen, z.B. c.241G>A (Simmental) c.2719G>A (Kreuzungstier) c.3595G>A (Simmental) c.4940C>T (Holstein) c.5385+1G>A (Angus) 67 Johnson et al. (2006) Genomics 88:600-609 Drögemüller et al. (2007) BMC Genet 8:5 Spinale Muskelatrophie (SMA) Rasse: Braunvieh Symptomatik: postnatal progressive Muskelschwäche und neurogene Muskelatrophie letal in den ersten Lebensmonaten Verlust von Motorneuronen im Rückenmark Ursache: Defekt in der Bildung von Glykosphingolipiden Erbgang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: Punktmutation p.A175T im FVT1 Gen auf BTA 24 Nachweis: direkter Gentest verfügbar 68 Krebs et al. (2007) PNAS 104: 6746-6751 Arachnomelie - Spinnengliedrigkeit Rasse: Braunvieh, seit kurzem auch stark zunehmend bei Fleckvieh (Bayern & Österreich) Symptomatik: verlängerte, „Schlittenkufen-artig“ deformierte Gliedmassen, brüchige Knochen charakteristische Delle im Gesichstschädel, perinatal letal Ursache: ??? Erbgang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: unterschiedliche Mutationen bei Braunvieh und Fleckvieh Nachweis: Markertests (indirekte Gentests) verfügbar (Fleckvieh GeneControl Grub (D); Braunvieh Institut für Genetik, Bern) 69 Polled – Genetische Hornlosigkeit Polled Hereford Rassen: Hereford, Fleckvieh und andere Phänotyp: Keine Hörner Ursache: ??? Erbgang: monogen autosomal dominant Hereford Molekulargenetik: Polled Mutation liegt auf BTA 1, Identität des betroffenen Gens unbekannt Nachweis: Markertest (indirekter Gentest) verfügbar Cave: 70 Gene „Scurs“ (Wackelhörner) & „African Horns“ (Zebus) auch Einfluss auf Hörner Drögemüller et al. (2005) Mamm Genome 16:613-620 Kappa-Casein Milchproteine: 80% Caseine (α, α, β, κ) κ Käse 20% Lactoglobulin, Lactalbumin, Lactoferrin, etc. Molke Ca9(PO4)6-Cluster κ-Caseinangereicherte Oberfläche Hydrophober Kern Casein-Mizellen Glycomakropeptid „Haarlage“ Casein-Submizellen 71 Kappa-Casein Käseherstellung: - Zugabe von Chymosin - Spaltung von κ-Casein zwischen Aminosäure 105 & 106 - Glycomakropeptid wird abgespalten - Casein fällt aus Käse Molekulargenetik: - verschiedene κ-Casein Allele - bewirken unterschiedliches Verhältnis der einzelnen Caseine zueinander - beeinflussen Käse-Ausbeute - häufigste Allele: κ-Casein A, κ-Casein B - B-Allel besser für Hartkäse-Produktion - Schweizer Braunvieh: fast alle homozygot BB - Holstein: sehr hoher Anteil A-Allel - Gentests verfügbar 72 E. coli F18 Resistenz beim Schwein Bildquelle: http://www.tiho-hannover.de/einricht/zucht/eaap/descript/1007.htm Bestimmte E. coli Stämme wichtige Erreger für Diarrhoe beim Ferkel, hohe wirtschaftliche Bedeutung E. coli müssen sich für Infektion über fimbriae an Darmwand anheften. Wenn die Rezeptoren für die fimbriae fehlen, sind die Tiere resistent gegen die Infektion. Ursache: E. coli F18 können sich nicht mehr an die Darmwand anheften, Fehlen von bestimmen Kohlenhydratstrukturen an der Darmwand Erbgang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: c.307G>A bzw. Ala103Thr im FUT1 Gen (α α - 1,2-Fucosyltransferase 1 Gen, SSC 6q1.1) (Homozygote Tiere mit dem Thr/Thr Genotyp sind resistent.) Nachweis: direkter Gentest verfügbar 73 Meijerink et al. (2000) Immunogenet 52:129-136 IGF2 – Muskel QTL beim Schwein Paternal exprimierter QTL für Muskelmasse auf SSC 2q („Imprinting“: nur ein Allel wird exprimiert) verantwortlich für 15% - 30% der phänotypischen Varianz der Muskelmasse G>A Substitution in Intron 3 des IGF2 Gens für insulin-like growth factor 2 G>A Substitution zerstört Bindestelle für einen reprimierenden Transkriptionsfaktor Tiere mit dem A-Allel haben postnatal eine höhere IGF2-Expression im Skelettmuskel 74 Van Laere et al (2003) Nature 425: 832-836 75 Van Laere et al (2003) Nature 425: 832-836 RN-Gen (Hampshire Faktor, PRKAG3 Gen) Quelle: http://www.tiho-hannover.de/einricht/zucht/eaap/descript/1538.htm Rasse: Hampshire und Kreuzungstiere Symptomatik: schlechte Fleischqualität (saures Fleisch), hohe Kochverluste bei der Schinkenherstellung Ursache: veränderter Glykogenstoffwechsel Erbgang: monogen autosomal dominant Molekulargenetik: Punktmutation c.599G>A bzw. R200Q im PRKAG3 Gen regulatorische Untereinheit der AMP-aktivierten Proteinkinase Nachweis: direkter Gentest, patentiert 76 Milan et al. (2000) Science 288:1248-1251 Malignes Hyperthermie-Syndrom (MHS) Rasse: vor allem fleischreiche Rassen (Piétrain) Symptomatik: Stressanfälligkeit (porcines Stress-Syndrom, PSS) Muskelkrämpfe, Hyperthermie schlechte Fleischqualität (PSE-Fleisch) Ursache: erhöhter Calciumefflux aus dem sarkoplasmatischen Retikulum 77 78 T-tubule bilayer Dihydropyridine receptor Ryanodine receptor (Foot region) SR/T-tubule gap Calcium channel SR bilayer Ca2+-Mg 2+ -ATPase Calsequestrin 79 Malignes Hyperthermie-Syndrom (MHS) Rasse: vor allem fleischreiche Rassen (Piétrain) Symptomatik: Stressanfälligkeit (porcines Stress-Syndrom, PSS) Muskelkrämpfe, Hyperthermie schlechte Fleischqualität (PSE-Fleisch) Ursache: erhöhter Calciumefflux aus dem sarkoplasmatischen Retikulum Erbgang: monogen autosomal rezessiv Molekulargenetik: Punktmutation c.1843C>T bzw. R615C im Ryanodinrezeptor 1 Gen (RYR1) auf SSC 6q1.2 Nachweis: früher Halothan-Test, heute direkter Gentest, patentiert PCR-RFLP, Spaltung mit CfoI (Erkennungssequenz: GCGC) Spaltung bei wt-Allel (N), keine Spaltung bei MHS-Allel (P) (DNA-Sequenz: GTGC) 80 Fujii et al. (1991) Science 253: 448-451 134 bp 84 bp 50 bp CfoI-Spaltung: NN NP PP Größenstandard Ungespaltene PCR Malignes Hyperthermie-Syndrom (MHS) 200 bp 100 bp NN = NN = stress-stabil (Halothan-negativ) CC NP = Nn = Anlageträger, streßstabil, (Halothan-negativ)CT PP = nn = stress-anfällig (Halothan-positiv) TT 81 Fujii et al. (1991) Science 253: 448-451 Fleischbeschaffenheit beim Schwein Neue Variante der Qualitätsabweichung von Schweinefleisch - Qualitätsstandards vom National Pork Producers Council (NPPC) in USA 82 83 Abfall des pH-Wertes im Muskel nach dem Schlachten durch Abbau der Glykogenvorräte zu Lactat Muskel-pH beim lebenden Tier: ~ 7,0 Muskel-pH im Schlachtkörper: 5,6 – 6,0 84 85 Fleischbeschaffenheit beim Schwein 4 Typen des pH-Wert Abfalls: normal: allmähliche Senkung des pH-Werts innerhalb 24 h auf 5.6-6.0 pale soft exudative (PSE): sehr rascher Abfall des pH-Werts unter 5.8 innerhalb 45 min Wärmefreisetzung und niedriger pH-Wert Denaturierung von Proteinen und Zerstörung von Membranen Flüssigkeitsaustritt aus dem Muskel (= Tropfsaftverlust) und Aufhellung der Farbe dark firm dry (DFD): maximal 8 h dauernder pH-Wert Abfall mit erhöhtem End-pH (>6.2) fehlende Glykogenvorräte führen zu verringerter Milchsäurebildung Quellung der Muskelfibrillen: erhöhte Wasserbindung, höhere Festigkeit, mehr O2 an Myglobin gebunden Eigenschaften: fader Geschmack, leimig, verminderte Haltbarkeit saures Fl. / Hampshire Faktor: langsamer, aber stetiger pH-Wert Abfall mit sehr niedrigem pH24 (<5.4 nach 24 h im Schinken) erhöhte Glykogenreserven bei normalem Abbau in ersten 3 h p.m. verringertes Wasserbindungsvermögen, schlecht für Kochschinken-Herstellung 86 Fleischbeschaffenheit beim Schwein 87 pH-Wert Abfall im M. long. dorsi beim Schwein Farbgenetik > 100 Gene an der Entstehung der Pigmentierung bei Säugern beteiligt Farbgene zum Teil noch unbekannt Foetalentwicklung: Differenzierung, Proliferation, Wanderung und Überleben von Melanocyten Pigmenttyp-Steuerung/Signale an Melanocyten Pigmentsynthese in Melanocyten Bestandteile von Melanosomen Transport von Melanosomen Datenbank zur Genetik von Maus-Farbmutanten: http://ifpcs.med.umn.edu/micemut.htm 88 Bennett et al. (2003) Pigment Cell Res. 16:333-344 Mutationen im KIT Gen: Entwicklungsbiologie von Melanocyten http://www.tiho-hannover.de/einricht/zucht/eaap http://www.tiho-hannover.de/einricht/zucht/eaap http://www.equinecolor.com/roan.html Bildquelle: http://www.biocarta.com/pathfiles/h_melanocytepathway.asp Mutation im MITF Gen: Mutation im KITL Gen (= SCF): http://www.mmrrc.org/strains/173/0173.html 89 Karlsson et al. Nat Genet (2007) http://www.mmrrc.org/ Seitz et al. Mamm Genome 10:710-712 (1999) Pigmententbildung in Melanocyten Agouti Melanocortin 1 ( = α-MSH) Melanocortin 1 Rezeptor MC1-R Tyrosinase Tyrosinase Bildung von schwarzem Eumelanin Bildung von rotem Phäomelanin Agouti Gen: Agouti locus (A) MC1R Gen: Extension locus (E) Tyrosinase: Albino locus (C) 90 Unterschiedliche MC1R-Allele schwarzbunt (SS, Sr) rotbunt (rr) Braunvieh 91 Unterschiedliche MC1R-Allele schwarzbunt (SS) rotbunt (rr) X Sr Sr Sr 100 % der Nachkommen schwarzbunt (Sr) Rotfaktor-Träger Sr 92 Unterschiedliche MC1R-Allele Rotfaktor-Träger (Sr) Rotfaktor-Träger (Sr) X SS 25 % homozygot schwarzbunt (SS) 50 % schwarzbunt, Rotfaktor (Sr) 25 % rotbunt (rr) Sr Sr rr 93 Unterschiedliche MC1R-Allele beim Schwein Rasse MC1R-Genotyp Phänotyp Wildschwein Large Black Meishan Large White Pietrain Hampshire Duroc E+/E+ ED1/ED1 ED1/ED1 E+/E+ Ep/Ep ED2/ED2 e/e Wildtyp Schwarz Schwarz Weiß (KIT Mutation !) Weiß/Schwarze Flecken Schwarz/Weißer Gürtel Rot 94 Kijas et al. (1998) Genetics 150:1177-1185 Farbvererbung beim Pferd Phänotyp MC1R Genotyp (Extension locus) Agouti (ASIP) Genotyp (Agouti locus) Rappe Brauner Fuchs EE, Ee EE, Ee ee aa AA, Aa kein Einfluss (AA, Aa, aa) Kreuzung Nachkommen Rappe (EE,aa) x Rappe (EE,aa) 100 % Rappe (EE,aa) Rappe (Ee,aa) x Rappe (EE,aa) 50 % Rappe (EE,aa) 50 % Rappe (Ee,aa) Rappe (Ee,aa) x Rappe (Ee,aa) 25 % Rappe (EE,aa) 50 % Rappe (Ee,aa) 25 % Fuchs (ee,aa) 95 Farbvererbung beim Pferd Kreuzung Brauner (Ee,Aa) x Brauner (Ee,Aa) Nachkommen Brauner (EE,AA) Brauner (Ee,AA) Brauner (eE,AA) Brauner (EE,Aa) Brauner (EE,aA) Brauner (Ee,Aa) Brauner (eE,Aa) Brauner (Ee,aA) Brauner (eE,aA) 56 % braun Rappe (EE,aa) Rappe (Ee,aa) Rappe (eE,aa) 19 % schwarz Fuchs (ee,AA) Fuchs (ee,Aa) Fuchs (ee,aA) Fuchs (ee,aa) 25 % rot 96 Farbvererbung beim Pferd Molekulargenetik: MC1R loss-of-function Allel e Punktmutation p.S83F ASIP loss-of-function Allel a 11 bp Deletion in Exon 3, c.191-201del 97 Marklund et al. (1996) Mamm. Genome 7:895-899 Rieder et al. (2001) Mamm. Genome 12:450-455 Farbvererbung beim Fuchs a) Red EE AA b) Smoky Red EE Aa c) Gold (Alaska Cross) EEA AA d) Silver (Blended Cross) EEA Aa e) Silver A: Wildtyp Agouti a: Agouti-Allel mit Deletion des 2. Exons (Funktionsverlust) E: Wildtyp MC1R EA: Punktmutation Cys125Arg, konstitutiv aktiver MC1R EE aa EAE aa EAEA aa EAEA Aa EAEA AA Standard Silver Sub-Standard Silver Double Silver Sub-Alaska Silver Alaska Silver 98 Vage et al. (1997) Nat. Genet. 15:311-315 Melanocortin 1 Rezeptor MC1R 99 Melanocortin 1 Rezeptor (MC1R) E: Wildtyp, Schwarz e: Melanocortin 1 Rezeptor mit Funktionsverlust, roter oder gelber Phänotyp (Labrador, Retriever, Irish Setter: Mutation Arg306Stop; direkter Gentest verfügbar) „Rot“ (Rot, Gelb, Golden, Tan, ...) „Schwarz“ Genotyp: ee Genotyp: EE oder Ee 100 Agouti (ASIP) molekulare Ursache der Agouti-Allele beim Deutschen Pinscher noch unbekannt A: konstitutiv aktives Agouti führt zu gleichmässig roter Farbe at: Agouti wird nur ventral exprimiert ventrale Körperflächen rot, dorsale Körperflächen schwarz A/A oder A/at at /at 101 Agouti (ASIP) Organisation des ASIP Gens: +1 Startcodon ATG Stopcodon genomische DNA 1A „ventraler Promotor“ A/a 1B 2 3 4 „Haarzyklus Promotor“ at/at Ay/- ae/ae 102 Ay/a Ay/ae Ay/A Mouse Genome Database, Nucleic Acids Res 2003 Pigmententbildung in Melanocyten http://barshlab.stanford.edu/PigmentTypeSwitching.htm 103 Synthese von Pigmenten HO N H HO O 5,6-Dihydoxyindol dunkelbraun + N H HO COO - verschiedene Chinone Dopachrom HO N H2 Tyrosin COOH O TYRP1 DopachromTautomerase TYRP2 Tyrosinase TYR O N H2 Tyrosinase related protein 1 TYRP1 HO N H HO COOH COOH Eumelanin schwarz-braun 5,6-Dihydroxyindol2-carbonsäure Dopachinon farblos Phäomelanin gelb-rot NH2 HO HC N H2 HO CH COOH S COOH S HO CH HC COOH NH2 HO N H2 COOH Benzothiazin Zwischenprodukte 104 5-S-Cysteinyldopa 2-S-Cysteinyldopa Tyrosinase (TYR) Klassischer Albino-Genort (C) vollständig inaktive Tyrosinase: unpigmentiertes (weisses) Fell und unpigmentierte Retina (rote Augen) Bildquelle: http://home.kc.rr.com/jhabernal/mohrskc/hrswebpg9.html 105 http://omia.angis.org.au/retrieve.shtml?pid=418 Aigner et al. (2000) Mamm. Genome 11:700-702 Tyrosinase (TYR) Katze: 4 molekular bekannte TYR Allele Heilige Birmakatze cscs Point Siamkatze cscs C (Wildtyp) > cb (Burma) ~ cs (Siam) > c (Albino) cb und cs temperatursensitive TYR-Mutanten cs: Gly302Arg c: 975delC (frameshift mutation) Burmakatze cbcb Singapura cbcb cb: Gly227Trp Albino Tonkanesenkatzen cscs Imes et al. (2006) Anim. Genet. 37, 175-178 cscb c bc b 106 Lyons et al. (2005) Anim. Genet. 36:119-126 Tyrosinase related protein 1 (TYRP1) bei der Katze B: Wildtyp b: braun, chocolate, TYRP1 mit partiellem Funktionsverlust oder bl: Zimt, cinnamon TYRP1 mit vollständigem Funktionsverlust 8C > G 1262ins51/54 Ala3Gly 421ins17/18 298C > T Arg100Stop Cinnamon,blbl Chocololate, bb Bildquelle: http://www.fanciers.com/cat-pix/buddy.jpg Bildquelle: http://www.fanciers.com/cat-pix/hon_sp.jpg 107 http://www.fanciers.com/other-faqs/color-genetics.html http://www.tenset.co.uk/catgen/catsofadifferentcolor.html#6_4 Schmidt-Küntzel et al. (2005) J. Hered. 96:2889-301 Orange (O) bei der Katze o: Wildtyp O: orange, dominantes Allel, es wird nur oranges Pigment gebildet O Gen X-Chromosom noch nicht molekulargenetisch aufgeklärt zufällige Inaktivierung der X-Chromosomen in der weiblichen Embryonalentwicklung Schildpatt Katzen: Genotyp Oo, immer weiblich Ausnahme: seltene Schildpatt Kater mit XXY-Karyotyp, Schildpatt Kater sind unfruchtbar 108 http://www.fanciers.com/other-faqs/color-genetics.html http://www.tenset.co.uk/catgen/catsofadifferentcolor.html#6_4 Tyrosinase related protein 1 (TYRP1) beim Hund E: Wildtyp B: Wildtyp e: MC1R mit Funktionsverslust red, golden b: TYRP1 mit Funktionsverlust braun, chocolate MC1R Arg306Stop TYRP1 Cys41Ser oder Gly331Stop oder Pro345del Schmutz et al. (2002) Mamm. Genome 13:380-387 Rot mit schwarzer Nase Braun Schwarz eeBb eeBB EEbb Eebb EEBB EEBb EeBB EeBb 109 Bildquelle: http://www.lcd-nord.de/ Mögliche Würfe bei der Anpaarung schwarzer Retriever x EeBb EeBb x EEBB EEBB 100 % EEBB 110 dilute beim Hund „Farbverdünnung“ Hund: monogen autosomal rezessiv Pferd: monogen autosomal dominant ( vermutlich Mutation in anderem Gen als beim Hund) Phänotyp: schwarze Pigmentierung blau, blaugrau, silbergrau braune/rote Pigmentierung isabellenfarben, sandfarben, fawn A/a Ay/- ae/ae 111 Ay/a Ay/ae B-,D- bb,D- bb,dd dilute „Farbverdünnung“ Pigment befindet sich in sog. Makromelanosomen veränderter Farbeindruck Maus Melanozyten Wildtyp dilute Bildquelle: Nascimento et al. (2003) Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 19:469-491 112 Bildquelle: http://www2.lifeline.de/yavivo/ dilute MYO5A MLPH RAB27A 113 Fukuda (2005) J. Biol. Chem. 137:9-16 dilute Erbgang beim Hund monogen autosomal rezessiv Allele: D (Wildtyp) d (verdünnt) x x DD Dd DD 50 % Dd 50 % Dd DD 25 % Dd Dd 50 % dd 25 % 114 dilute beim Hund Rassen: Pinscher (häufig assoziiert mit Blue Dobermann Syndrom, color dilution alopecia CDA) Grosser Münsterländer (immer black hair follicular dysplasia) Rhodesian Ridgeback (silber, sehr selten mit Haarverlust assoziiert) Neufundländer (grau, ohne Krankheitssymptome) Beagle (blaue Farbvariante, ohne Krankheitssymptome) Molekulargenetik: vermutlich regulatorische Mutation im 5‘-UTR des Melanophilin Gens (MLPH) c.-22G>A Gentest: Gentest verfügbar (Uni Göttingen) Drögemüller et al. (2007) J Hered 98: 468-473 115 dilute beim Hund Exon 1 Wildtype sequence: C C Intron 1 Mutated seq. (c.-22G>A): C C G A g g t t g a g a g g Consenus splice donor: C38 A66 G84 g100 t100 a60 a76 g83 c.-22G>A Mutation teilweise inkorrektes Spleissen falsch gespleisste Transkripte: Abbau über „nonsense-mediated decay (NMD)“ Reduktion der funktionellen MLPH Transkriptmenge Reduktion der MLPH Proteinexpression Phänotyp: Störung des Melanosomentransports 116 Drögemüller et al. (2007) J Hered 98: 468-473 merle beim Hund Vorkommen: Australian Shepherd, Shetland Sheepdog, Collie, Cardigan Welsh Corgi, Dackel Phänotyp: Aufhellung der Pigmentierung, fleckige Muster, blaue Augen häufig mit Augen- und Ohrendefekten (vgl. Mensch Waardenburg Syndrom) Erbgang: monogen autosomal (ko-)dominant, unvollständige Penetranz Molekulargenetik: SINE Insertion im SILV Gen, Länge des polyA-tails bestimmt Phänotyp Gentest: direkter Gentest verfügbar m/m M/m M/M 117 Clark et al. (2006) Proc Natl Acad Sci USA 103:1376-1381 cream Vorkommen: Mensch (oculocutaneous albinism 4, OCA4), Maus (underwhite, uw), Pferd (cream) Phänotyp: Aufhellung der Fellfarbe, homozygot blaue Augen Erbgang: monogen autosomal kodominant Molekulargenetik: Punktmutation im MATP Gen („membrane associated transport protein“) Das MATP Gen wird auch mit den Abzeichnungen SLC45A2 oder AIM1 bezeichnet. 457G > A führt auf Aminosäureebene zu Asp153Asn Gentest: direkter Gentest verfügbar Mariat et al. (2003) Genet. Sel. Evol. 35:119-133 http://www.vgl.ucdavis.edu/~lvmillon/ A-, E-, CCcr ee, CCcr CcrCcr 118 Bildquellen: http://www.vgl.ucdavis.edu/~lvmillon/ Falbe Palomino Cremello Roan / Dominantes Weiss RN/rn Phänotyp: W/w heterozygot: teilweise oder vollständige Depigmentierung homozygot: embryonal lethal (?) Erbgang: monogen autosomal dominant Molekulargenetik: RN mit KIT Gen gekoppelt, ursächliche Mutationen unbekannt W p.K236X (Araber) p.A602V (Camarillo White Horse) p.G654R (Vollblut) p.Y717X (Freiberger) weitere unbekannte Mutationen 119 Marklund et al. (1999) Mamm Genome 10: 283-288 Haase et al. (2007) PLOS Genetics, in preparation Sabino SB/+ SB/+ Phänotyp: SB/SB heterozygot – flächige Depigmentierung & unpigmentierte Einzelhaare homozygot – fast ganz weiss RT-PCR: Erbgang: monogen autosomal kodominant Molekulargenetik: „Sabino-1“ KIT Mutation in Intron 16, IVS16+1037T>A Effekt auf Spleissen partielles „Exon-Skipping“ von Exon 17 Brooks & Bailey (2005) Mamm Genome 16:893-902 120 +/+ SB/+ SB/SB +/+ Tobiano TO/+ oder TO/TO Tobiano (KIT Mutation) Bildquelle: http://www.mustangs4us.com/Horse%20Colors/frame.htm Overo (EDNRB Mutation) Phänotyp: weisse Beine, flächige Plattenscheckung, weiss kreuzt die Rückenlinie Erbgang: monogen autosomal dominant Molekulargenetik: Grosse Inversion auf ECA 3, ein Bruchpunkt in der Nähe des KIT Gens 121 American Quarter Horse Association (AQHA) Color Designations Genetic Formula Color AQHA Designation Deutsche Bezeichnung W White weiss G Gray grau (Schimmel) E, A, CC, dd, gg, ww, toto Bay or Brown Brauner E, aa, CC, dd, gg, ww, toto Black Rappe ee, aa, CC, dd, gg, ww, toto Sorrel or Chestnut Fuchs E, A, CCcr, dd, gg, ww, toto Buckskin Falbe / Palomino mit Falbzeichnung ee, CCcr, dd, gg, ww, toto Palomino Palomino (Isabell) ee, CcrCcr Cremello Cremello E, CcrCcr Perlino Perlino E, A, CC, D, gg, ww, toto Buckskin dun Falbe E, aa, CC, D, gg, ww, toto Mouse dun or Grulla Mausfalbe (Grulla) ee, CC, D, gg, ww, toto Red dun Falbe gg, E, aa, CC, dd, RN Black Roan (Blue Roan) gg, E, A, CC, dd, RN Bay Roan (Red Roan) gg, ee, CC, dd, RN Red Roan (Red Roan) gg, E, A, CCcr, dd, RN Buckskin Roan (Red Roan) Roanfalbe gg, ee, CCcr, dd, RN Palomino Roan (Red Roan) Roanpalomino gg, E, A, CC, D, RN Buckskin Roan (Red Roan) Roanfalbe gg, E, aa, CC, D, RN Mouse Dun Roan or Grulla Roan ( Blue Roan) Roanmausfalbe gg,ee, CC, D, RN Red Dun Roan (Red Roan) Roanfalbe E, A, CC, dd, gg, ww, TO Bay tobiano Braunschecke (mit Tobiano-Plattenscheckung) ee, CC, D, gg, ww, TO Red dun tobiano Falbschecke (mit Tobiano-Plattenscheckung) 122 http://www.vgl.ucdavis.edu/~lvmillon/
