Chromatographische Trennverfahren - ZMBH

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MMZB WS09/10
PDF-Datei der PowerPoint-Folien zu den Vorbesprechungen
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Die Bilder und Texte sollen und können das Nacharbeiten der Praktikumsinhalte
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© Sabine Strahl
HIP, Zellchemie - Universität Heidelberg
Versuch 4
Chromatographische Trennverfahren
Versuch 5
Elektrophoretische Auftrennung von
Proteingemischen
Literatur:
D.L. Nelson & M.M. Cox: LEHNINGER: PRINCIPLES OF BIOCHEMISTRY (2008, 5th edition)
Kapitel 3: Amino Acids, Peptides and Proteins
Kapitel 7: Carbohydrates
alternativ:
J.M. Berg, J.L. Tymoczko & L. Stryer: BIOCHEMIE (2003, 5th edition)
Kapitel 3: Struktur und Funktion der Proteine (S. 45-83)
Kapitel 4: Erforschung der Proteine (S. 85-96)
Kapitel 11: Kohlenhydrate (S. 324-331)
Prof. Dr. S. Strahl
HIP, Abt.V Zellchemie
1
Versuch 4
Chromatographische Trennverfahren
Erfinder der Chromatographie (Adsorptionschromatographie)
1901 Auftrennung von Blattpigmenten
Calcium Carbonat als Adsorbent and organisches
Lösungsmittelgemisch als Laufmittel
Mikhail Tsvet
(1872–1919)
Russischer Botaniker
Versuch 4
Chromatographische Trennverfahren
Trennung/Reinigung von…
Aminosäuren
Peptiden
Proteinen
Nukleinsäuren (DNA, RNA)
Kohlenhydraten
Lipiden
andere Metaboliten
¾ Prinzip, Verfahren und Arten chromatographischer Trennverfahren
¾ Dünnschichtchromatographie
¾ Ionenaustauschchromatographie
¾ Gelfiltrationschromatographie
2
Chromatographische Trennverfahren
Mit Chromatographie werden alle physikalisch-chemischen Trennverfahren
bezeichnet, bei denen der Trennvorgang auf der unterschiedlichen Verteilung
eines Stoffes zwischen einer stationären und einer mobilen Phase beruht.
Verteilung zwischen zwei nichtmischbaren Phasen.
stationäre Phase
immobil und besitzt eine große Oberfläche
(Feststoff, Gel, an Feststoff adsorbierte Flüssigkeit)
mobile Phase
beweglich (Flüssigkeit oder Gas)
Flüssigkeit: Flüssigkeitschromatographie
(liquid chromatography, LC)
Gas:
Gaschromatographie (GC)
Flüssigkeitschromatographie: Verfahren
Praktische Durchführung
1. Säulenchromatographie
2. Dünnschichtchromatographie
Allen gemeinsam ist, daß eine mobile Phase eine stationäre Phase durchfließt.
3
1. Säulenchromatographie
mobile Phase
mobile Phase
•
•
stationäre Phase
= Laufmittel, Elutionsmittel
übernimmt den Transport der verschiedenen Stoffe der
Probe
verschiedene Lösungsmittel
stationäre Phase
• entsteht an einem geeigneten Träger = Matrix
• einheitlich große, meist kugelförmige Partikel (~100µm)
• Biomoleküle (Cellulose, Dextran, Agarose)
• chemische Verbindungen (z.B. Polyacrylamid, Polystyrol)
• anorganische Polymere (Silicagel = Siliziumoxid,
Aluminiumoxide, Hydroxylapatit)
• poröse Glasperlen oder Gelpartikel
Transport des Laufmittels:
Hydrostatischer Druck oder Pumpe
Säulenchromatographie: Durchführung
• Packen und Äquilibrieren der Säule
• Auftragen der Probe (Beladen)
• Einwandern der Probe
• Eluierung, Entwicklung
- die mobile Phase übernimmt den Transport
der verschiedenen Stoffe einer Probe
- diese werden unterschiedlich stark von der
stationären Phase zurückgehalten
- Auftrennung eines Stoffgemisches
•Analyse des Eluats
4
Säulenchromatographie: Durchführung
Wanderungsgeschwindigkeit…
…der Einzelsubstanzen einer Probe hängt praktisch
ausschließlich von den Wechselwirkungen mit den beiden
Phasen ab, die auf den Vorgängen Adsorption, Verteilung,
Ionenaustausch, Ausschluss oder Affinität beruhen.
Spezifische Wechselwirkungen
Form und Lage der Substanzbanden…
…werden zusätzlich beeinflusst von Vermischungen, die durch
den Strömungswiderstand entstehenden, und der Diffusion auf
Grund von Konzentrationsunterschieden innerhalb einer Phase.
Optimale Packung der Säule und Flußrate
Säulenchromatographie: Chromatogramm
Elutionsprofil, Eluierungsdiagramm
Elutionspeak
t0 = Totzeit
V0 = Ausschlussvolumen
tR = Retentionszeit
Ve = Elutionsvolumen
Peakbreite W
Eluatvolumen Velu
t0
V0
Ve1
Ve2
Elutionsvolumen [ml]
5
Säulenchromatographie: Automatisierung
Fast Performance Liquid Chromatography (FPLC)
High Pressure Liquid Chromatography (HPLC)
schnelle Auftrennung, gute Auflösung
Flüssigkeitschromatographie: Verfahren
Praktische Durchführung
1. Säulenchromatographie
2. Dünnschichtchromatographie
6
2. Dünnschichtchromatographie
stationäre Phase
Dünne Schichten
(200-250 µm)
Cellulose
Silicapulver
mobile Phase
Laufmittel
Transport des Laufmittels:
Kapillarkräfte
Maß für die Wanderungsgeschwindigkeit:
Rf = retention factor; related to the front
Flüssigkeitschromatographie: Verfahren
Praktische Durchführung
Detektion der getrennten Substanzen
• visuelle Detektion:
gefärbte/fluoreszierende Substanzen
• Absorption (Photometer):
z.B. DNA 260 nm; Proteine 280nm
• Derivatisierungsreaktionen:
Nachweisreagenzien
• spez. Aktivitäten:
z.B. Enzymreaktionen
• Radioaktive Substanzen
7
Flüssigkeitschromatographie: Verfahren
Praktische Durchführung
1. Säulenchromatographie
häufigste Trennverfahren; Trennung größerer Stoffmengen
Biochemie: z.B. Reinigung von Peptiden, Proteinen
2. Dünnschichtchromatographie
große Empfindlichkeit, schnell, hohe Trennleistung
Pharmazie, Drogenkunde, Klinik: Nachweis von Metaboliten
Chromatographiearten
1. Adsorptionschromatographie
2. Verteilungschromatographie
3. Ionenaustauscherchromatographie
4. Gelfiltrationschromatographie
5. Affinitätschromatographie
8
1. Adsorptionschromatographie
Adsorption
temporäre Bindung von Teilchen auf einer Oberfläche
Schwache elektrostatische
Bindungskräfte
Ion-Dipol und Dipol-Dipol WW
Adsorbens, Adsorptionsmittel
GGW der Moleküle zwischen freiem und reversibel
gebundenem Zustand
z.B. Verfahren
Dünnschicht
S
Adsorption erfolgt an der Oberfläche der stationären Phase (S),
bestehend aus feingepulverten polaren Materialien
z. B.
Kieselgel (Silicagel)
Aluminiumoxide
Hydroxylapatit (Kristallform von Calciumphosphat)
Laufmittel (mobile Phase, M): Polarität sollte weitgehend mit der des Analyten
übereinstimmen
z.B. OH- Gruppen
unpolare Gruppen
Alkohole
Hexan, Toluol
Durch polare Adsorbtionsmittel wird das Trenngut umso stärker zurückgehalten, je
polarer es ist.
Auftrennung nach Polarität
Größe der Moleküle geringe Bedeutung
9
Adsorptionschromatographie
Anwendung in der Biochemie:
z.B.
Auftrennung von Aminosäuren oder Zuckern an Silicagelen
Reinigung von DNA an Hydroxylapatit
Chromatographiearten
1.
Adsorptionschromatographie
2. Verteilungschromatographie
3. Ionenaustauscherchromatographie
4. Gelfiltrationschromatographie
5. Affinitätschromatographie
10
2. Verteilungschromatographie
Substanzgemisch wird aufgrund der
verschieden großen Löslichkeit der einzelnen
Komponenten in zwei nicht miteinander
mischbaren Lösungsmittelphasen getrennt
Verteilungs-GGW der Moleküle zwischen zwei
Lösungsmittelphasen aufgrund unterschiedlicher Löslichkeit
z.B. Verfahren
Dünnschicht
T
Matrix: Träger (T) für Flüssigkeit, welche die stationäre Phase (S) bildet
T ist nicht direkt am Trennvorgang beteiligt
z.B.
Cellulose
Stärke
Mobile Phase (M): Laufmittelgemisch, das einen unpolaren Anteil (organ. Lösungsmittel)
und einen stark polaren Anteil (meist Wasser) enthält.
Der polare Anteil wird am Träger angereichert und bildet dadurch die stationäre Phase
(S), während die mobile Phase lipophiler wird. Keine Mischung zwischen S und M !!
Auftrennung polarer Verbindungen:
gute Löslichkeit in M (geringe Polarität)
gute Löslichkeit in S (starke Polarität)
schnelle Elution
langsame Elution
Auftrennung nach Löslichkeit/Polarität
Größe unwichtig
11
Verteilungsschromatographie
Anwendung in der Biochemie:
z.B.
Auftrennung von Aminosäuren oder Zuckern an Cellulose
Chromatographiearten
1.
Adsorptionschromatographie
2. Verteilungschromatographie
3. Ionenaustauschchromatographie
4. Gelfiltrationschromatographie
5. Affinitätschromatographie
12
3. Ionenaustauschchromatographie
Prinzip
Starke elektrostatische
Bindungskräfte
Wechselwirkung von negativ geladenen Anionen
und positiv geladenen Kationen
Ankerion
Matrix
Polystyrol
Cellulose
Agarose
Ion-Ion WW
CH2 CH2 CH2
...
CH2
CH2 CH2 CH2 CH2
+
[-HN -(C
CH2
Gegenion
2H5)2]
alternativ
-
[-SO3 ]
Cl-
Anionenaustauscher
H3O+
Kationenaustauscher
frei beweglich
Linker
stationäre
Phase
Beispiel: Kationenaustauscher
stationäre
Phase
mobile Phase
(Puffer)
z.B. DOWEX 50W
O
=
positiv geladene
Teilchen binden
=
Polystyrol - S-O
-
+
H30
O
ungeladene und negativ
geladene Teilchen
binden nicht
Gegenion kann gegen Ionen gleichen
Ladungsvorzeichens aus einer wäßrigen
Lösung ausgetauscht werden
Ag+ < Cs+ < Rb+ < K+ < NH4+ < Na+ < Li+ <
Ba2+ < Sn2+ < Ca2+ < Mg2+ < Be2+
Trennung nach Ladung
13
Beispiel: Kationenaustauscher
Eluierung:
Salzkonzentration oder pH-Wert der mobilen Phase wird verändert
Beladung
Elution
Puffer
100 mM NaCl
Puffer
Verdrängungschromatographie
NH4+
Cl-
Glucose
Die Bindung von Aminosäuren und Proteinen ist abhängig vom isoelektrischem Punkt
der bindenden Moleküle, pH und Ionenstärke (Salzkonzentration).
Ionenausschromatographie
Anwendung in der Biochemie:
z.B.
Auftrennung von Aminosäuren und Proteinen
14
Chromatographiearten
1.
Adsorptionschromatographie
2. Verteilungschromatographie
3. Ionenaustauscherchromatographie
4. Gelfiltrationschromatographie
5. Affinitätschromatographie
4. Gelfiltrationschromatographie
Ausschlußchromatographie
Prinzip
Größenbedingter Ausschluß von Molekülen bei der
Wanderung durch ein poröses Trägermaterial
Gel mit Poren
definierter Größe
stationäre Phase:
gequollenes Gel mit Poren definierter Größe (Vi)
(Ausschlußgröße)
z.B.
Gelporen
Quervernetzte Dextrane (Sephadex)
Agarose (Sepharose, Biogel A)
Polyacrylamid (Biogel P)
mobile Phase:
Flüssigkeitsvolumen außerhalb der Gelpartikel (V0)
15
Gelfiltrationschromatographie
Ausschlußchromatographie
Trennung nach Größe
und Gestalt
Verteilungskoeffizient:
Kav =
Ve − V 0
VGel
Kav = 0
(im Ausschluss)
Kav = 1
(ungehinderte Diffusion)
V0
Ve
Gelfiltrationschromatographie
Anwendung in der Biochemie:
Trennung von Nukleotiden und DNA
Trennung von Proteinen
Entsalzung von Proteinen
Molekulargewichtsbestimmung von Proteinen
16
Chromatographiearten
1.
Adsorptionschromatographie
2. Verteilungschromatographie
3. Ionenaustauscherchromatographie
4. Gelfiltrationschromatographie
5. Affinitätschromatographie
5. Affinitätschromatographie
Einige Proteine können durch ihre hohe Affinität zu bestimmten Substanzen gereinigt werden.
Zur Reinigung wird diese Substanz an einer Matrix (Sepharose, Agarose, Cellulose) immobilisiert.
Substanzen, zu denen Proteine hohe Affinität zeigen können:
•
Substrat/-analoge
•
Cofaktoren
•
Inhibitoren
•
Antikörper/Antigen
Fusionsproteine
heterologe Expression mit 'tags' (MBP, GST, His-tag, Biotin-tag)
17
Affinitätschromatographie
Auftrag
Waschen
Zielmolekül
Elution
freier Ligand
an Matrix
immobilisierter
Ligand
Beispiel: E.coli Maltose-Bindeprotein (MBP)
gebundenes MBP
M
M
M
Zugabe von
Maltose (M)
M
M
M
freies
MBP
Versuch 4
Chromatographische Trennverfahren
¾ Prinzip, Verfahren und Arten chromatographischer Trennverfahren
¾ Dünnschichtchromatographie
¾ Ionenaustauscherchromatographie
¾ Gelfiltrationschromatographie
¾ Struktur und Eigenschaften von Aminosäuren und Kohlenhydraten
18
Nachweis von AS: Die Ninhydrin-Reaktion
Ninhydrin
Aminosäure
Aminoketon
H2O
;
;
;
;
ΔT
H2O
[H ]
blauvioletter Farbstoff
"Ruhemanns Purpur"
Nachweis von Zuckern
Säureeinwirkung, ΔT
5-Hydroxymethylfurfural
Bei Ketoseprobe nach Seliwanow:
Reaktion mit Resorcin
Reaktion mit Harnstoff:
19
Versuch 5
Elektrophoretische Auftrennung von
Proteingemischen
¾ Trennung von Proteinen
SDS-Polyacrylamid Gelelektrophorese
¾ Quantitative Bestimmung von Proteinen
¾ Praktikumsversuch:
Lichtvermittelte Induktion von Proteinen in Pflanzen
Prof. Dr. S. Strahl
HIP, Abt.V Zellchemie
20
Proteinstruktur
α-Helix
β-Faltblatt
Primärstruktur
Sekundärstruktur
Tertiärstruktur
Quartärstruktur
Welche Kräfte stabilisieren die Proteinstruktur ?
1. elektrostatische
ionische Ww.
2. H-Brücken
3. Hydrophobe Ww
4. Disulfid-Brücken
21
Eigenschaften von Proteinen, die eine Trennung
ermöglichen
1. Masse
2. Ladung
3. Löslichkeit
4. Affinität zu Liganden
Eigenschaften von Proteinen, die eine
Auftrennung ermöglichen
1. Masse (MW)
Dalton
51 AS, 2 Ketten
(MW 5,733)
1 H-Atom = 1 Da
1000 Da = 1kDa
1 AS ≈ 110 Da
12 UEs mit je 468 AS
(MW 600,000)
22
Eigenschaften von Proteinen, die eine Trennung
ermöglichen
2. Ladung
geladene Aminosäuren
(-) D,E
pKR ~12,5
pKR =6
pKR ~10,5
pKR~3,6
pKR~4,2
Eigenschaften von Proteinen, die eine Trennung
ermöglichen
2. Ladung
23
Elektrophorese
Moleküle mit einer Nettoladung
wandern in einem elektrischen Feld
Trennung von Proteinen, RNA, DNA
Gelelektrophorese
Trägermedium am häufigsten Gele:
DNA/RNA: Agarose, Polyacrylamid
Proteine: Polyacrylamid
-
Wandergeschwindigkeit υ = Ez/f
(E elektr. Feldstärke)
(z Ladung des Proteins)
(f Reibungskoeffizient)
+
Auftrennung von Proteinen:
Polyacrylamid-Gelelektrophorese (PAGE)
Acrylamid
bildet in einer Vinyl-Addition Polymerisation lange
Polymerketten; radikalische Reaktion
N,N-Methylenbisacrylamid
bewirkt die Quervernetzung der Ketten
APS (Ammoniumpersulfat) und TEMED
(Tetramethylendiamin) starten die Radikalreaktion
(Sulfatradikale aktivieren radikalische AcrylamidPolymerisation; TEMED ist Katalysator)
Porengröße ist vom Verhältnis
Bisacrylamid : Acrylamid abhängig
Die Acrylamidlösungen sind
neurotoxisch solange Polymerisation
nicht abgeschlossen
24
Polyacrylamid-Gelelektrophorese (PAGE)
Polyacrylamid-Gele
mechanisch und chemisch stabil
leicht herzustellen
variable Porengröße
Trennung von Proteinen und kleinen Nukleinsäuren
Polyacrylamid-Gelelektrophorese (PAGE)
Flachgel
Röhrenchengel
25
Arten der Polyacrylamid-Gelelektrophorese (PAGE)
1. SDS-PAGE
PAGE in Gegenwart von SDS
Proteine sind denaturiert
Trennung nach Masse
reduzierend: in Gegenwart von DTT oder ß-EtSH;
S-S Bindungen werden gespalten; Trennung von Protein Ketten
2. native PAGE
PAGE ohne SDS
Trennung nach Masse, Ladung und Konformation
Proteine sind nicht denaturiert
Funktion/Aktivität wird beibehalten
SDS-PAGE
S S
SDS (Sodium-dodecylsulfat)
Behandlung mit SDS und DTT
• Anlagerung proportional zur Masse
1,4g SDS/g Protein in 1% SDS-Lösungen
• denaturiert und linearisiert Proteine (-komplexe)
• alle Proteine haben gleiches Verhältnis: Ladung/Masse
Achtung bei Membran- und Glykoproteinen !!
26
SDS-PAGE
Probenbehandlung/-auftragung:
* Probenpuffer mit
SDS (Denaturieren, konst. Ladung/Masse)
ßEtSH (spaltet Disulfidbrücken)
Glycerin (Dichte)
Farbstoff (Bromphenolblau)
Kurzes Erhitzen unterstützt die Denaturierung der Proteine
Disc-SDS-PAGE (diskontinuierliches System)
Lämmli, U.K. 1970, Nature 227, 680-685
Diskontinuierliches System bewirkt eine hohe Bandenschärfe
• großporiges Sammelgel und kleinporiges Trenngel
• Laufpuffer enthält Glycin:
Zwitterion im sauren Kation, im alkalischen Anion
pI 5,96: NH3+-CH2-COO• Spannung anlegen
alle Anionen beginnen zur Anode zu wandern
Glycinionen werden im Sammelgel (pH 6,8) entladen,
dieses verarmt an Ionen und die Leitfähigkeit sinkt drastisch
durch hohen Spannungsabfall werden Proteine stark
beschleunigt
Konzentrierung der Proteine zwischen der Front der
Chloridionen und den Glycinionen
• Im Trenngel (pH 8,8) ist Glycin negativ geladen, überholt
Proteine und wandert mit Chloridionen in der Front
Laufpuffer
-
Tris-Glycin pH 8,8
Sammelgel
Tris-HCl pH 6,8
3-4% Acrylamid
Trenngel
Tris-HCl pH 8,8
6-20% Acrylamid
+
27
SDS-PAGE
Nach dem Gellauf können Proteine durch Färbung sichtbar
gemacht werden
Proteine werden zunächst im Gel mit Essigsäure fixiert (ausgefällt)
Coomassie brilliant blue:
(Triphenylmethanfarbstoff), bindet unspezifisch
an Proteine, Nachweisgrenze ~ 0,1µg
Silber Färbung:
Ag+-Ionen bilden Komplexe mit Glu, Asp, Cys
alkalisches Formaldehyd reduziert zu Ag
Nachweisgrenze ~ 0,02µg
Nachteile: lange Dauer, zahlreiche
Inkubationsschritte
SDS-PAGE
Bestimmung des Molekulargewichts ist im Vergleich zu
Standardproteinen möglich
Molekulargewichts-Standard
Lauffront
zu analysierende Proteine
kDa
116
ß-Galaktosidase
66
BSA
45
35
25
Ovalbumin
Laktatdehydrogenase
REase Bsp98I
14,4
Lysozym
Rf =
Laufstrecke Protein
Laufstrecke Lauffront
28
SDS-PAGE
Die elektrophoretische Beweglichkeit der Proteine ist dem
Logarithmus ihrer Masse proportional
Log10 MW
Lauffront
Rf- Wert
Quantitative Proteinbestimmung
Methoden
Objektiv und genau
dafür zeit- und arbeitsaufwendig
Subjektiv und ungenau
dafür zeit- und arbeitssparend
• Quantitative AS-Analyse
• Färbemethoden
• Spektroskopische Methoden
Laborrelevante Methoden
29
Nachteile der laborrelevanten Methoden
•
•
•
•
•
•
Kolorimetrische Methoden meist im stark Sauren oder Basischen Æ
Proteindenaturierung
Spektroskopische Methoden keine Denaturierung dafür geringere Sensitivität
Beide können durch Anwesenheit anderer Substanzen beeinflusst werden
Zur Bestimmung werden nur bestimmte Eigenschaften eines Proteins genutzt
Komplexität und Individualität von Proteinen
Jeweils angewendete kolorimetrische bzw. spektroskopische Methode bezieht
sich nur auf bestimmte Funktionalitäten der Gruppen des Proteins.
ABER:
Für die meisten Fragestellungen reicht die Genauigkeit der
laborrelevanten Methoden aus.
Die Methodenwahl sollte von den jeweiligen Notwendigkeiten
abhängig gemacht werden.
Kolorimetrische Proteinbestimmung
Allgemeines Prinzip:
•
•
•
Farbreaktion funktioneller Gruppen der Proteine
Messen der Absorption und Auftragen gegen Proteinkonzentration Æ lineares
Verhalten
Anstieg der Kurve entspricht dem Absorptionskoeffizienten
Eichgerade BSA
1
y = 0,0554x
R2 = 0,9666
0,8
OD
ABER: Nur Gültigkeit bis zu einer
bestimmten Höchstkonzentration
Æ
Gegebenenfalls verdünnen
0,6
0,4
0,2
0
0
5
10
15
20
Menge BSA µg
Unter den einzelnen Methoden kann es zu Abweichungen von 5-20% kommen.
30
Quantitative Proteinbestimmung
Biuret-Assay
Beruht auf Biuret-Reaktion: Komplexbildung von
Carbamoylharnstoff mit Cu2+ Ionen
ÆBildung von rotvioletten Farbkomplexen
Peptidbindungen reagieren analog
Æ Absorption proportional zur Anzahl der
Peptidbindungen
Nachteil:
relativ unempfindlich
Quantitative Proteinbestimmung
nach Lowry
Lowry et al. 1951. Journal of Biological Chemistry 193:265-275
Bensadoun A. and D. Weinstein. 1976. Analytical Biochemistry 70:241
Peterson G.L. 1977. Analytical Biochemistry 83:346-356
BCA Test Bicinchoninsäure
Smith et al. 1985. Analytical Biochemistry 150:76-85.
Prinzip:
Protein bildet mit Cu2+ Ionen in alkalischer Lösung einen Komplex (BiuretReaktion), wobei die Cu2+ Ionen des Komplexes zu Cu+ -Ionen reduziert werden
Cu+ -Ionen bilden mit:
Folin-Ciocalteau Reagenz einen blauen Komplex (nach Lowry)
BCA einen violetten Farbkomplex (BCA Test)
31
Quantitative Proteinbestimmung
3. nach Bradford Bradford, M. 1976. Anal. Biochem. 72:248
Keine Verwendung von Kupfer-Ionen sondern Nutzung
von Coomassie brillant blue G-250
Bei der Bindung von Coomassie brillant blue G-250 an Proteine
verschiebt sich das Adsorptionsmaximum von Coomassie brillant blue von
465 nm (braun, ohne Protein) nach 595 nm (blau, mit Protein)
Die Zunahme der Absorption bei 595 nm ist ein Maß für die
Proteinkonzentration in der Lösung
Farbstoff bindet unspezifisch an kationische und nichtpolare,
hydrophobe Seitenketten vor allem Arginin, wenige Lysin, Histidin,
Tryptophan und Tyrosin
Vorteile:
•Schnell und preiswert
•Sehr sensitiv
•Farbstoff-Protein-Komplex ist für knapp eine Stunde stabil
nach Bradford
Durchführung:
oBradford-Lösung im Verhältnis 20 bis 50:1 zur Probelösung geben, mischen
o15 bei RT inkubieren
Eichgerade BSA
oAnschließende Messung bei 595nm
Zur Konzentrationsbestimmung ist eine
Eichgerade mit bekannten
Konzentrationen eines
Standardproteins (z.B. BSA) notwendig
Absorption bei
OD 595nm
1
y = 0,0554x
R2 = 0,9666
0,8
0,6
0,4
0,2
0
0
5
10
15
20
MengeBSA
BSA
Menge
µg[µg] in Küvette
alternativ
Konzentration BSA (µg/ml)
Probleme:
1. Alle Substanzen die das Absorptionsmaximum von Coomassie brillant blue G-250 beeinflussen (ist
im einzelnen schwer vorherzusagen Æ relativ großes Problem)
2. Subjektivität relativ groß; verschiedene Standartproteine mit erheblichen Abweichungen
32
Herstellung von Rohextrakten und Vergleich der Proteine von
Erbsenkeimlingen die im Licht oder im Dunklen gewachsen sind
Etwa eine Woche alte Erbsenkeimlinge (Pisum sativum) die 4 Tage im Dunklen
angezogen wurden und dann:
a) im Dunklen weiter gezogen wurden
b) im Licht weiter gezogen wurden
Versuchsdurchführung
Pflanzenmaterial
Mörsern mit Extraktionspuffer auf Eis
Homogenat
5 min. @ max Geschwindigkeit (~15.000 rpm)
P = Zellwände und
andere unlösliche
Bestandteile
Ü = Rohextrakt
Proteinbestimmung
SDS-PAGE
Coomassie Färbung
Welche Unterschiede können zwischen a) und b) beobachtet werden?
33
34
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