aminosäuren und proteine - Physiologische Chemie Tiermedizin

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AMINOSÄUREN UND PROTEINE
Beispiele für Stoffinhalte aus der Chemie als Grundlage für das Verständnis dieses
Teiles: Prinzipien der chemischen Bindung, isoelektrischer Punkt, pH-Stabilität durch
Pufferung, Chemie des Ammoniaks (und der Amine), funktionelle Gruppen und deren
Reaktivität (z. B. Aktivierung von Biomolekülen für Synthesen und Säureamidbindung).
Schlüsselwörter:
Struktur: Einteilung und Strukturformeln der 21 proteinogenen Aminosäuren (inkl.
Definition des isoelektrischen Punktes); biomedizinische Bedeutung ihrer funktionellen Gruppen in Proteinen (z. B. Hydroxylgruppen als Akzeptor für Substitutionen).
Stoffwechsel: Prinzipien des Aminosäurestoffwechsels: Transaminierung, Decarboxylierung mit Bildung biogener Amine (u. a. Catecholamine/Histamin), oxidative
Desaminierung; Einteilung in glukogene/ketogene Aminosäuren und Abbauwege der
proteinogenen
Aminosäuren;
pathobiochemische
Aspekte
(insbesondere
Ahornsirupkrankheit, Albinismus, Alkaptonurie, Homocystinurie, Phenylketonurie
(hier Bedeutung des Tetrahydrobiopterin) sowie Nachweis von Folsäuremangel),
Ammoniakbildung und -entgiftung (Glutamin-Synthese, Glutamatdehydrogenasereaktion, Synthesen von Carbamoylphosphat, Harnstoffzyklus).
Peptide und Proteine: Peptidbindung (Chemie und Bedeutung für die Sekundärstruktur von Proteinen, ihre Bildung in der Proteinbiosynthese mit Berücksichtigung
der Aminosäureaktivierung und Übertragung auf tRNA); Isopeptidbildung; biologisch
wichtige Peptide (Glutathion, Endorphine); Sequenzierung von Proteinen, ko- und
posttranslationale Modifikationen von Proteinen: Anheftung von Ubiquitin, N-Glykosylierung (Haupttypen der N-Glykane (Abb. 1 im Anhang)*, Dolicholpyrophosphat,
Prozessierung der übertragenen Glykankette im ER und im Golgiapparat, Funktion
von N-Glykanketten im endoplasmatischen Retikulum in der Qualitätskontrolle), OGlykosylierungen, Hydroxylierung (Prolin/Lysin in Kollagenbiosynthese und Tripelhelixbildung, Mechanismus unter Berücksichtigung von Vitamin C und O2, Skorbut –
Vergleich zur Hydroxylierung von Phenylalanin), Phosphorylierung, Sulfatierung (inkl.
Nutzung von PAPS als Substrat), Methylierung und Acetylierung von Aminosäuren,
am Beispiel der Histone (Bedeutung für die Genregulation).
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Literatur:
relevante Abschnitte der empfohlenen Lehrbücher in der jeweils aktuellsten Auflage:
LEHNINGER/NELSON/COX „Biochemie“; STRYER „Biochemie“;
* Abbildung 3 aus Kapitel 6 („The Sugar Code“, Hrsg. H.-J. Gabius; frei auf Webseite
des Buches und als Anhang hier verfügbar).
Bestimmung des Gesamtproteingehalts
Vorbemerkung:
H2 N
O
C
N
H
O
C
Serumproben bestehen aus einem komplexen Gemisch von
ca. 200 (Glyko)proteinen. Der quantitative Nachweis des
NH2
Abbildung 1: Biuret
Proteingehalts erfolgt häufig anhand von Farbreaktionen
funktioneller Gruppen der Proteine mit farbstoffbildenden
Reagenzien. Die Intensität des Farbstoffs korreliert direkt mit der Konzentration der
reagierenden Gruppen und kann in einem Spektralphotometer gemessen werden. Eine
auch in der Labordiagnostik verwendete Proteinbestimmungsmethode ist der Biuret-Assay, dessen
O C
C O
Bezeichnung auf eine Farbreaktion mit gelöstem
H N
N H
Biuret (Carbamoylharnstoff, Abb. 1) und Kupfersulfat
in alkalischem, wässrigem Milieu zurückzuführen ist.
Es entsteht ein rotvioletter Farbkomplex zwischen
H C R
O C
H N
H C R
Cu2+
R C H
C O
N H
R C H
2+
den Cu -Ionen und je zwei Biuretmolekülen. Die
Reaktion ist typisch für Verbindungen mit mindestens
zwei CO-NH-Gruppen (Peptidbindungen) und kann
daher
für
den
kolorimetrischen
Nachweis
von
Abbildung 2: Der farbige Protein-Cu2+-Komplex, der bei
der Biuret-Reaktion entsteht.
Peptiden und Proteinen verwendet werden (siehe
Abb. 2).
Aufgabe:
In einer Serumprobe ist der Gesamtproteingehalt zu bestimmen und in g/100 ml anzugeben.
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Prinzip:
Proteine bilden in alkalischer Lösung mit Kupferionen einen blauvioletten Farbkomplex.
Die Intensität der Farbe ist der Proteinkonzentration proportional und wird im Photometer bei 546 nm bestimmt.
Durchführung:
Folgende Versuchsansätze werden benötigt:
Küvette mit Standardlösung
Küvette mit Probenlösung
Biuret-Lösung
1,0 ml
1,0 ml
Plasmaprobe
-
0,02 ml
Standardlösung (6 g
BSA* in 100 ml)
0,02 ml
-
* BSA = bovines Serumalbumin
Nach 30 min werden die Extinktionswerte am Photometer abgelesen. Als Leerwert dient
eine mit Biuret-Reagenz gefüllte Vergleichsküvette.
Auswertung:
Der Gesamtproteingehalt der Serumprobe wird mithilfe der angegebenen Konzentration
der Standardlösung, sowie der gemessenen Extinktionswerte von Proben- und Standardlösung berechnet.
Auftrennung von Serumproteinen mittels CAF-Elektrophorese
Vorbemerkung:
Unter dem Vorgang Elektrophorese versteht man die Wanderung geladener Teilchen in
einem elektrischen Feld. Auf diesem Phänomen basiert eine leistungsfähige Methode
zur Trennung von Proteinen und anderen Makromolekülen (u. a. DNA, RNA). Unterschiedliche Ladungen und Größe der Teilchen bewirken eine unterschiedliche
elektrophoretische Beweglichkeit. Ein Substanzgemisch wird dabei in einzelne Zonen
aufgetrennt. Elektrophoretische Trennungen führt man in unterschiedlichen Medien
durch. Dabei gibt es folgende Möglichkeiten:
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a. In Lösung: in offenen Kapillaren oder dünnen Pufferschichten (trägerfreie
Elektrophorese) werden die Probenkomponenten hauptsächlich aufgrund der Ladungsunterschiede getrennt. Da bei der Elektrophorese Joulesche Wärme entsteht,
können thermische Strömungen (Konvektion) die Trennung stören.
b. In stabilisierenden (antikonvektiven) Matrices: antikonvektive Membranen (z. B. aus
Celluloseacetat) oder Gele (z. B. aus Agarose oder Polyacrylamid) wirken Verbreiterungen von Zonen, die durch Konvektion verursacht werden, entgegen. Die Wanderungsgeschwindigkeiten der Teilchen werden in diesen porösen Matrices je nach
Größe unterschiedlich verzögert (retardiert), so dass sie von der Größe und der Ladung abhängig sind. Zudem werden Auflösung und Trennschärfe verbessert.
Die Fraktionierung von Serumproteinen für diagnostische Zwecke wird mithilfe von
Celluloseacetatfolien (CAF) erreicht. Dieses Trägermaterial wird aus Cellulose in einer
Reaktion (Veresterung) mit Essigsäure gewonnen. Es liegen ca. zwei acetylierte
Hydroxylgruppen pro Glucosemolekül vor (s. Abb. 3). Aufgrund dieser chemischen
Modifikation ist eine Adsorption der Serumproteine an das Trägermaterial nahezu
ausgeschlossen. Wichtig ist zudem die Verwendung einer alkalischen Pufferlösung (pH
8,6)! Unter diesen Bedingungen „deprotonieren“ funktionelle Gruppen der Proteine, so
dass diese negative Nettoladungen erhalten und in Richtung Anode wandern. Im
allgemeinen ist die Wanderungsgeschwindigkeit um so schneller, je geringer die
Molmasse und je größer die negative Ladung eines Proteins ist. Erleichtert wird dieser
Effekt noch dadurch, dass eine große Anzahl der Serumproteine bereits negativ
geladen ist. Albumin weist unter diesen Bedingungen die größte Zahl negativer
Ladungen auf und wandert am weitesten in Richtung Anode. Globuline, die weniger
negative Ladungen besitzen, wandern langsamer zur Anode, während γ-Globuline nicht
bzw. sogar in Richtung der Kathode wandern. Nach abgeschlossener Elektrophorese
färben sich die aufgetrennten Proteinfraktionen je nach ihrem Anteil an der Gesamtmenge der vorhandenen Serumproteine in einer Ponceau-S-Lösung mehr oder weniger
intensiv rot. Im Elektropherogramm, der graphischen Aufzeichnung des Trennmusters,
sind neben der Präalbumin- und der Albuminfraktion, drei Fraktionen der Globuline zu
erkennen. Diese werden mit α, β und γ bezeichnet und können je nach Tierspezies
auch in zwei Subfraktionen vorliegen. Veränderungen im Elektrophoreseprofil der
Serumproteine liefern dem Kliniker wichtige diagnostische Hinweise (siehe Zusatzinformationen: CAF-Elektrophorese und Dysproteinämien).
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O
CH3
H O
H
H O
HO
H
O
O
HO
O
H
H
O
CH3
O
H
O
H
H3C H
O
CH3
H O
O
n
Abbildung 3: Die chemische Formel zeigt einen Ausschnitt des Celluloseacetatmoleküls mit zwei acetylierten Hydroxylgruppen pro Glukosemolekül.
Abbildung 4: Aufbau einer CAF-Elektrophoresekammer
Aufgabe:
Die Serumproteine werden durch CAF-Elektrophorese in Fraktionen (siehe oben)
aufgetrennt und anhand mitgeführter Standardproteine identifiziert.
Durchführung:
Die am Platz aufgestellte Elektrophorese-Kammer (BIOTEC-FISCHER, vgl. Abb. 4) mit
einer Pufferlösung (pH 8,6) gleichmäßig füllen. Den Trennsteg zwischen den Kammerhälften trocken wischen! Achten Sie darauf, die Celluloseacetatfolie (micro solid,
BIOTEC-FISCHER) zwischen den Perforationen nicht mit den Fingern zu berühren!
Folie in Pufferlösung mind. 2 min vorpuffern, anschließend mit einer Perforation auf den
beweglichen Steg der BFA-Folienbrücke legen. Ziehen Sie mit der Pinzette die Folie
vorsichtig soweit, bis die andere Perforation auf den starren Steg aufgelegt werden
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kann. Stellen Sie die Folienbrücke in die Kammer, und zwar so, dass die Folienenden
Kontakt zum Puffer haben. Von jeder Lösung (Standardsubstanzen und Serumproben)
werden 20 µl in die Vertiefungen des BFA-Auftragesystems gegeben und der BFAApplikator wird in die entsprechende Führungsnut der Serumpalette gesetzt, um das
Serum aufzunehmen. Den Applikator direkt in die mittlere Schiene der BFA-Folienbrücke einsetzen und nach ca. 5 Sekunden wieder entfernen. Kontrollieren Sie, ob die Brücke richtig in der Kammer sitzt. Die Auftragstelle muß kathodenseitig liegen. Anschließend den Deckel der Kammer fest verschließen und die Elektrophorese durch Einschalten des Spannungsgeräts in Gang setzen. Nach etwa 40 Minuten Laufzeit bei 200
V die Folie entnehmen und in der Färbewanne etwa 10 min anfärben (Färbelösung:
0,2 g Ponceau S in 100 ml Essigsäure 10%, v/v). Die Beseitigung überschüssiger
Färbelösung erfolgt beim Entfärben in verdünnter Essigsäure (3% v/v).
Auswertung:
Die erhaltenen Trennmuster sind anschließend zu interpretieren und die Ergebnisse im
Protokollheft festzuhalten.
Bestimmung der Molmasse einzelner Proteinen nach Auftrennung in
SDS-Polyacrylamidgelen
Vorbemerkung:
Natriumdodecylsulfat (sodium dodecyl sulfate, SDS) ist ein anionisches Detergens und
überdeckt die Eigenladung der Proteine so effektiv, dass Micellen mit konstanter negativer Ladung pro Masseneinheit entstehen (ca. 1,4 g SDS pro g Protein). Dieses Prinzip
wird zur Bestimmung des Molekulargewichts von Proteinen genutzt. Bei der Probenvorbereitung werden die Proben mit einem Überschuß an SDS auf 95 °C erhitzt. Dies hat
zur Folge, dass die Tertiär- und Sekundärstrukturen der Proteine durch Aufspaltung der
Wasserstoffbrücken und durch die Streckung der Moleküle aufgelöst werden. Disulfidbrücken zwischen Cysteinen werden durch Zugabe einer reduzierend wirkenden Thiolverbindung, wie z. B. β-Mercaptoethanol oder Dithiothreitol (DTT), gespalten. Als Trägermedium wird das chemisch inerte Polyacrylamid verwendet, das in einer Kopolymerisationsreaktion (siehe Abb. 5) aus Acrylamid und dem quervernetzenden Reagenz, N,N´Methylenbisacrylamid (Bis) hergestellt wird. Der Vernetzungsgrad C in der Gelmatrix wird
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bei der Routineanwendung konstant bei ca. 3% gehalten. In diesem Fall werden die
Porendurchmesser durch die steigende Totalacrylamidkonzentration T kleiner. Ein Gel
mit 5% T hat einen Porendurchmesser von ca. 5,3 nm, eines mit 20% T von ca. 3,3 nm.
Die negative Ladung des SDS „maskiert“ die ursprüngliche Ladung des Proteins, so dass
zwei Proteine gleicher Masse, die identische Mengen an SDS-Molekülen gebunden
haben, im elektrischen Feld gleichweit wandern. Im Polyacrylamidgel werden die Proteine
dann nach ihrer Größe aufgetrennt. Die Wanderungsgeschwindigkeit von Proteinen mit
kleiner Masse wird nicht so stark verzögert wie die von Proteinen mit großer Masse:
deswegen legen sie eine größere Wegstrecke zurück. Wegen der hohen Auflösung, die
mit der diskontinuierlichen Elektrophorese erreicht werden kann, wird standardmäßig
(auch im experimentellen Teil der Übung!) für Proteintrennungen ein von U.K. Laemmli
eingeführtes
SDS-haltiges,
diskontinuierliches
Tris-HCl/Tris-Glycinpuffersystem
eingesetzt. Die Gelmatrix besteht dabei aus einem kurzen weitporigen Sammelgel und
einem daran anschließenden längerem engporigen Trenngel. Durch die im Sammelgel
erzielte Konzentrierung der zu trennenden Proteine in einer scharfen Bande wird im
Trenngel eine optimale Zonenbildung erreicht (siehe Zusatzinformationen: DiskElektrophorese).
CH2 CH CH2 CH2 CH CH2 CH CH2 CH CH2 CH
C O
C O
C O
C O
C O
N H2
H 2C
N H2
NH
C O
NH 2
CH2
N H2
N H2
CH2
CH
NH
C O
H 2 C CH
NH
(N H4 )2S 2O 8
2NH 4+ 2SO 4
TEM ED
NH
C O
C O
C H 2 CH [CH 2 CH] x CH 2 CH CH 2 CH CH 2 CH CH2 CH
C O
C O
C O
C O
C O
NH 2
NH
NH
N H2
N H2
H 2C C H
CH 2
CH 2
NH
NH
C
CH 2 CH
C H2 C H
H 2N C O
C O
O
CH 2 CH CH 2 CH CH2 CH CH2 CH CH2 CH
C O
C O
C O
C O
NH 2
N H2
N H2
N H2
Abbildung 5: Struktur eines Polyacrylamidgels. Durch chemische Copolymerisation
von Acrylamidmonomeren mit dem Quervernetzer N,N´-Methylenbisacrylamid erhält
man ein durchsichtiges Gel. Als Initiator dient das Persulfat-Anionradikal, das aus
Ammoniumperoxodisulfat
entsteht,
als
Katalysator
Tetramethylethylendiamin (TEMED).
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der
Reaktion
N,N,N´-N´-
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Prinzip:
Bei der Elektrophorese im Polyacrylamidgel mit 0,1% SDS erhält man über bestimmte
Bereiche eine lineare Beziehung zwischen dem Logarithmus der Molmasse und den
Wanderungsstrecken der SDS-Polypeptid-Micellen. Mithilfe von Standardproteinen
bekannter Molmasse lassen sich die Molmassen der zu analysierenden Proteine ermitteln. Bei Gelen mit konstanten T-Werten erstreckt sich die Linearität über einen begrenzten Bereich, der vom Größenverhältnis Molmasse zu Porendurchmesser bestimmt
ist. Exakt ermitteln lassen sich jedoch nur die Molmassen von Untereinheiten (Monomere), die durch Spaltung von Disulfidbrücken entstanden sind.
Durchführung (Demonstrationsversuch):
Zunächst wird das Elektrophoresesystem Protean II der Fa. BioRad (München) erklärt. Ebenso liegt ein gefärbtes SDS-Gel mit aufgetrennten Standardproteinen bekannter Molmassen sowie mit Proteinen, deren Molmassen zu berechnen sind, bereits vor. Um das Gel in der vorliegenden Form zu erhalten wurden folgende Schritte
durchgeführt: Die Proben bzw. eine Mischung der Standardproteine wurden mit dem
gleichen Volumen an Probenpuffer (62,5 mM Tris-HCl, pH 6,8; 10% (w/v) Glycerol;
2% (w/v) SDS; 50 mM β-Mercaptoethanol; 0,001% (w/v) Bromphenolblau) gemischt
und 5 min bei 95 °C erhitzt. Anschließend wurden mit einer Mikroliterspritze die Proben in die Geltaschen eines Sammelgels (4% g/v Bis-Acrylamid; 125 mM Tris-HCl,
pH 6,8; 0,1% SDS; 0,01% Ammoniumperoxodisulfat; 0,05%-0,1% TEMED), das
nach ca. 1,5 cm Laufstrecke in ein Trenngel (12% Acrylamid;375 mM Tris-HCl, pH
8,8; 0,1% SDS; 0,01% Ammoniumperoxodisulfat; 0,05%-0,1% TEMED) übergeht,
pipettiert. Der Laufpuffer (20 mM Tris; 192 mM Glycin; 0,05% SDS) wurde in die Gelkammer gefüllt, diese an ein Spannungsgerät angeschlossen und die Elektrophese
bei 200 Volt konstanter Spannung durchgeführt die mit Bromphenolblau gefärbten
Proben den unteren Gelrand erreichten. Danach erfolgte ca. 15 min die Färbung in
Coomassie-Lösung (0,25% (w/v) Coomassie-Brilliant-Blau-R250; 45% (v/v) Ethanol;
10% (v/v) Essigsäure). Nach 2-3 Stunden Lagerung des Gels in der Entfärbelösung
(45% (v/v) Ethanol; 10% (v/v) Essigsäure) heben sich die deutlich blau gefärbten
Proteintrennbanden vom leicht bläulich gefärbten Hintergrund ab.
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Auswertung:
Um die Molmassen der aufgetrennten, unbekannten Proteine zu ermitteln, werden
die Laufstrecken der Standardproteine mit ihren bekannten Molmassen in cm
gemessen und diese Werte in einem Koordinatensystem auf der Abzisse (x-Achse)
aufgetragen. Demgegenüber werden die bekannte molaren Massen der Standardproteine logarithmisch (Zehnerlogarithmus) transformiert und die erhaltenen
Werte in Bezug zur Laufstrecke auf der Ordinate (y-Achse) eingetragen. Mithilfe der
eingezeichneten Geraden (bitte durch möglichst viele Messpunkte führen!) und den
Laufstrecken der Probenproteine in cm werden die entsprechenden logarithmisch
transformierten Werte der molaren Massen ermittelt. Anschließendes Delogarithmieren ergibt die molaren Massen in Da.
Ammoniak- und Harnstoffbestimmung in einer Serumprobe
Vorbemerkung:
Harnstoff wird in der Leber aus Ammonium-Ionen (im Dissoziationsgleichgewicht mit
Ammoniak), die aus dem physiologischen Aminosäuren- und Proteinstoffwechsel sowie
aus dem Proteinabbau im Darm stammen, erzeugt. Zweck der Harnstoffbildung ist die
Fixierung des giftigen Ammoniaks in einem ungiftigen Produkt, das über die Nieren
ausgeschieden wird. Eine gestörte Leberfunktion kann zu einem Anstieg des Ammoniakgehalts im Serum führen in dessen Folge eine hepatische Enzephalopathie mit
komatösen Zuständen entstehen kann.
Prinzip:
Im Experiment, wird Harnstoff mithilfe des Enzyms Urease zu Ammoniak und Kohlendioxid gespalten:
O
H2N
C
NH 2
+
H 2O
Urease
2NH3 + CO2
(Gl.1)
Ammoniak und α-Ketoglutarat werden wiederum von das Enzym Glutamat-Dehydrogenase (GLDH) und unter Verbrauch von reduziertem Nicotinamidadenindinukleotid
(NADH) zu L-Glutamat umgesetzt:
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!-Ketoglutarat + NADH + NH 4+
GLDH
L-Glutamat + NAD+ + H2 O
(Gl. 2)
In einer Serumprobe wird der Harnstoffgehalt bestimmt. Um eine Fehlerquelle bei der
Bestimmung von Harnstoff auszuschließen, wird zunächst die in der Serumprobe
bereits vorhandene Konzentration an Ammoniak (diese steigt nach Blutabnahme an,
vor allem durch Abbauprozesse und Hämolyse) gemessen. Dazu wird die
Ammoniakbestimmung ohne Zugabe des Enzyms Urease durchgeführt. Es läuft
somit lediglich die in der Gleichung 2 (Gl. 2) angegebene Reaktion ab. Die während
der Reaktion verbrauchte NADH-Menge ist der Ammoniakmenge äquivalent. NADH
ist Messgröße und aufgrund seiner Absorption bei 365 nm photometrisch zu
bestimmen.
Durchführung:
Die Lösungen entsprechend dem unten angegebenen Schema in Küvetten pipettieren
und die Extinktionswerte am Photometer ablesen:
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Harnstoffbestimmung
Ammoniakbestimmung
Reagenzienleerwertb)
Probenwertb)
Reagenzienleerwertb)
Probenwertb)
Reaktionsgemischa)
1,0 ml
1,0 ml
1,0 ml
1,0 ml
Serum
-
0,05 ml
-
0,05 ml
dest. Wasser
0,5 ml
0,45 ml
0,51 ml
0,46 ml
UreaseLösung
0,01 ml
0,01 ml
-
-
mischen, nach ca. 5 min bei 20-25 °C Extinktionswerte der Lösungen messen (E1), Reaktion starten durch Zugabe von
GLDH-Lösung
0,01 ml
0,01 ml
0,01 ml
0,01 ml
mischen, nach ca. 20 min bei 20-25 °C Extinktionswerte der Lösungen messen (E2).
Falls die Reaktion nach 20 min nicht zum Stillstand gekommen ist, die Extinktionswerte
im Zeitintervall von 2 min messen, bis eine konstante Abnahme pro Zeitintervall erreicht
ist.
a)
b)
u. a. Triethanolaminpuffer (pH 8,0), α-Ketoglutarat, NADH;
sowohl für Proben- als auch Reagenzienleerwerte die Extinktionsdifferenzen (E1-E2) berechnen. Die Differenz der Leerwerte (ΔEL ) von der
Differenz der Proben (ΔEP) abziehen. Aus der Harnstoffprobe erhält man: ΔEHarnstoff + Ammoniak (aus
Harnstoffprobe) und ΔEAmmoniak (aus Ammoniakprobe). Die Differenz dieser Werte ergibt: ΔEHarnstoff.
Berechnung:
Nach der allgemeinen Berechnungsformel für die Bestimmung der Konzentration gilt:
c=
V •M• "E
#•d• v
V, Testvolumen in ml; v, Probenvolumen in ml; M, Molmasse (g/mol) von Harnstoff bzw.
Ammoniak; d, Schichtdicke in cm; ε, molarer Extinktionskoeffizient von NADH bei einer
!
Wellenlänge von 365 nm = 3427 l • mol-1 • cm -1
Daraus ergibt sich für die Berechnung des Gehalts an Ammoniak (1) und des Gehalts an
Harnstoff (2):
!
c=
1,52 • 60,06
• "E Harnstoff
3427 •1• 0,05 • 2
mol • cm • ml • g
= 0,266 • "E Harnstoff g /l (2)
l • cm • ml • mol
c=
1,52 •17,03
mol • cm • ml • g
• "E Ammoniak
= 0,151• "E Ammoniak g /l (1)
3427 •1• 0,05
l • cm • ml • mol
11
!
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Anhang (siehe Schlüsselwörter):
Abbildung 1:
Illustration of principal oligosaccharide structures occurring during the biosynthesis of N-glycans. The A, B and C branches are indicated in the LLO precursor and high mannose-type Nglycan; 3′ and 6′ indicate the respective antenna of the N-glycan.
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