Biochemie – Tutorium 10

Biochemie – Tutorium 10
Genetischer Code, Translation &
Regulation der Proteinbiosynthese
IMPP-Gegenstandskatalog
3
Genetik
3.1
3.1.1
3.1.2
3.1.3
Nukleinsäuren
Molekulare Struktur, Konformationen und Funktionen der Desoxyribonukleinsäure (DNA); Exon, Intron
Molekulare Strukturen und Funktionen der Ribonukleinsäure (RNA)
Genetischer Code
3.2
3.2.1
3.2.2
3.2.3
3.2.4
Umsetzung genetischer Information
Transkription der DNA
Prozessieren der RNA
Translation
Regulation der Proteinbiosynthese
3.3
3.3.1
3.3.2
3.3.3
3.3.4
3.3.5
Weitergabe und Verteilung genetischer Information
Replikation der DNA
Zellzyklus, Mitose, Meiose
Meiotische Systeme, Kernphasenwechsel, Generationswechsel
Plasmatische Vererbung
Parasexuelle (parameiotische) Systeme, Phagen, Plasmide, Resistenzfaktoren
3.4
3.4.1
3.4.2
3.4.3
3.4.4
Veränderungen der genetischen Information
Somatische Mutationen, Mutationen der Keimbahn
Mutationstypen, Genom-, Chromosomen- und Punktmutationen, Ames-Test
Mutagene Faktoren und transponierbare genetische Elemente
Umordnung der Gene (Anikörperbildung)
3.5
3.5.1
3.5.2
Grundlagen der Molekularbiologie
Techniken der Molekularbiologie
Klonierung und Überexpression von Genen
Proteinbiosynthese
• Die eigentliche Proteinbiosynthese erfolgt durch
Translation des in DNA bzw. RNA verwendeten
Nukleinsäurecodes in die für das Protein
spezifische Aminosäuresequenz. Die Translation
findet in einem eigenen Organell, dem Ribosom
statt. Dabei dienen tRNAs als Adaptermoleküle.
• Im Anschluss an die Synthese müssen die
Proteine ihre spezifische Raumstruktur
annehmen, eventuell mit Cofaktoren ausgerüstet
werden und häufig noch weitere
posttranslationale Modifikationen durchlaufen.
Genetischer Code
• In einem für ein Protein codierenden Gen auf der
DNA ist die Information für dessen
Aminosäuresequenz gespeichert.
• Im Zuge der Transkription wird der kodierende
DNA-Strang in mRNA umgeschrieben und aus
dem Zellkern geschleust.
• Als Buchstaben des DNA-Codes bzw. RNA-Codes
fungieren die 4 Basen Adenin (A), Guanin (G),
Cytosin (C) und Thymin (T) bzw. Uracil (U).
• Als codierende Einheit für eine der 20 bzw. 21
proteinogenen Aminosäuren dient jeweils
eine Sequenz von 3 aufeinanderfolgenden
Basen, die als Codon bezeichnet wird.
• Mit einer Sequenz von drei Basen pro
Aminosäuren können allerdings 4³ = 64
Aminosäuren verschlüsselt werden.
 Es gibt für bestimmte Aminosäuren
mehrere verschiedene Codons.
• Die Kodierung der Aminosäuren (außen) durch
die Basentripletts auf der mRNA ist von innen (5')
nach außen (3') zu lesen.
Startcodon
• Das Triplett AUG dient sowohl als Codon für
Methionin als auch als Startsignal der
Translation, es wird daher auch als Startcodon
bezeichnet. Eines der ersten AUG-Tripletts auf
der mRNA wird das erste Codon, das zu
Protein translatiert wird. Welches AUG genau
verwendet werden soll, erkennen die Proteine
an Signalen in der umliegenden Sequenz.
Stopcodon
• Neben den 61 Aminosäure-codierenden
Basentripletts des universellen genetischen
Codes gibt es drei Kombinationen von
Nukleinbasen, die keine Aminosäuren
verschlüsseln, sondern die Proteinsynthese
terminieren, die Stopcodons:
– UAG
– UAA
– UGA
• Während das Codon UGA zumeist als Stop gelesen wird,
kann es selten und nur unter bestimmten Bedingungen für
eine 21. Aminosäure stehen: Das Selenocystein (Sec). Die
Biosynthese und der Einbaumechanismus von
Selenocystein in Proteine unterscheidet sich stark von dem
aller anderen Aminosäuren: seine Insertion erfordert einen
neuartigen Translationsschritt, bei dem ein UGA im
Rahmen einer bestimmten Sequenzumgebung und
zusammen mit bestimmten Cofaktoren anders interpretiert
wird. Hierzu ist eine strukturell einzigartige, Selenocystein
spezifische tRNA (tRNASec) erforderlich, die bei Vertebraten
(Wirbeltiere) mit drei verschiedenen, allerdings
verwandten Aminosäuren beladen werden kann: Serin,
Selenocystein und Phosphoserin
• Der genetische Code hat folgende
Eigenschaften: Er ist
– Universal
– Degeneriert
– Konservativ
– Kommafrei (Codons schließen lückenlos
aneinander)
– Nicht überlappend (eine Base ist immer nur
Bestandteil eines einzigen Codons)
Universal
• Der genetische Code ist universal, da er für die
Verschlüsselung der Aminosäuren sowohl bei
Prokaryoten als auch bei Eukaryoten gilt.
• Lediglich bei der mitochondrialen DNA finden
sich kleinere Abweichungen.
Degeneriert
• Der genetische Code ist degeneriert. Aufgrund
der oben angesprochenen 64 Codon bzw. 61
Codons, die für Aminosäuren verschlüsseln,
existieren für alle Aminosäuren außer
Tryptophan und Methionin mindestens zwei
unterschiedliche Codons.
konservativ
• Der genetische Code ist konservativ. Darunter versteht
man, dass sich gewisse Gesetzmäßigkeiten für die
Codierung ableiten lassen:
– Bei den Basen an dritter Position wird lediglich die
Unterscheidung zwischen Purin- oder Pyrimidinbase
getroffen.
– Die Base an der zweiten Position entscheidet darüber, ob
eine hydrophile oder eine hydrophobe Aminosäure in das
Protein eingebaut wird.
 Mutationen an den verschiedenen Codonpositionen
haben unterschiedlich starke Auswirkungen auf die
Endstruktur des Proteins.
Aminoacyl-tRNA-Moleküle
• Aminosäuren können nur dann in die
Proteinbiosynthese eingehen, wenn sie vorher
in einem ATP-verbrauchenden Prozess an die
als Adapter agierenden tRNA-Moleküle
gebunden werden.
– Das 3´-Ende mit der Sequenz CCA des jeweiligen
tRNA-Moleküls bindet spezifisch eine Aminosäure.
– Das Anticodon der tRNA ist dem für die
entsprechende Aminosäure codierenden Codon
auf der mRNA komplementär
Wobble-Phänomen
• In den verschiedenen Zellen eines Organismus
befinden sich je nach Spezies 31-40 tRNA-Moleküle
(obwohl es eigentlich 61 gibt, die für AS codieren). Die
synonymen Triplett-Codons der mRNA für jeweils eine
AS unterscheiden sich in der Regel an der 3. Stelle.
Damit reduziert sich die Zahl der durch eine tRNA zu
unterscheidenden Tripletts auf 30. Die höhere Zahl an
tRNAs kommt dadurch zustande, dass für einige
Synonyma verschiedene tRNAs existieren können. Die
Paarung der ersten Base am 5´-Ende des Anticodons
mit der entsprechenden dritten Base des Codons ist
häufig nicht sehr fest und auch nicht unbedingt
spezifisch.
 Wackeln (engl. to wobble) der Codon-AnticodonBindung.
• Konsequenzen des Wobble-Phänomens sind, dass
– die Minimalzahl der tRNA-Moleküle bei 31 liegt
– alle Codon-Anticodon-Wechselwirkungen etwa gleich stark
und etwas schwächer als klassische Basenpaarungen sind.
• Dies ist wichtig für die Aufrechterhaltung der hohen
Geschwindigkeit der Proteinbiosynthese, die neben der
schnellen Erkennung von Anticodon und Codon auch
von der raschen Lösung der
Wasserstoffbrückenbindung zwischen den Basen
abhängig ist.
• Somit ist das Wobble-Phänomen ein Kompromiss
zwischen Schnelligkeit und Sicherheit der
Proteinbiosynthese.
Bildung der Aminoacyl-tRNA-Moleküle
• Die Beladung der einzelnen tRNAs mit
Aminosäuren ist ein enzymkatalysierter
Prozess.
• Für jede proteinogene Aminosöure existiert
eine spezifische Aminoacyl-tRNA-Synthetase.
• Diese Enzyme sind zusätzlich mit einer
Hydrolase-Aktivität ausgestattet, um eventuell
falsch angeknüpfte Aminosäuren wieder vom
tRNA-Molekül zu entfernen.
• Die Synthese erfolgt in zwei Teilschritten:
– Im ersten Schritt wird die Aminosäure aktiviert,
indem die Carboxylgruppe der Aminosäure unter
Abspaltung von Pyrophosphat mit einem Molekül
ATP reagiert.
– Im zweiten Schritt greift die freie 3´-OH-Gruppe
am 3´-Ende der tRNA die aktivierte Aminosäure
an, sodass unter Abspaltung von AMP ein
Aminoacyl-tRNA-Molekül entsteht.
Ort der Proteinbiosynthese
• Die für die Proteinbiosynthese
verantwortlichen Organellen sind die sog.
Ribosomen.
• Ribosomen kommen bei Prokaryoten im
Cytosol, bei Eukaryoten sowohl frei im Cytosol
als auch an das endoplasmatische Reticulum
gebunden vor. ( raues ER)
• Cytosolische Proteine werden an freien
Ribosomen im Cytosol synthetisiert.
• Sekretorische und Membranproteine werden
am ER synthetisiert.
• Membranproteine und sekretorische Proteine
werden cotranslational in das Lumen des rauen
ER transportiert.
• Zur Erkennung dient eine N-terminal gelegene
Signalsequenz aus ca. 30 AS. Die Synthese startet
also primär an freien Ribosomen, die bei
Vorhandensein dieser Sequenz zum rER wandern.
• Proteine, die ohne Signalsequenz synthetisiert
werden, verbleiben im Cytosol.
Aufbau der Ribosomen
• Ribosomen können per Zentrifugation in eine kleine
und eine große Untereinheit aufgeteilt werden, wobei
auch hier Unterschiede zwischen Prokaryoten und
Eukaryoten festgestellt werden können.
• Diese werden als unterschiedliche
Sedimentationskonstanten angegeben:
– Prokaryoten: 70S-Ribosomen (50S und 30S)
– Eukaryoten: 80S-Ribosomen (60S und 40S)
• Hierbei ist zu beachten, dass Eukaryoten in den
Mitochondrien und Plasmiden ebenfalls 70SRibosomen besitzen.
• Für die Funktion der Ribosomen sind folgende
Positionen wichtig:
– Bindungsstelle für mRNA
– Zwei unterschiedliche Bindungsstellen für beladenen
tRNA-Moleküle. Diese werden als Peptidyl- und
Aminoacyl-Stelle (bzw. P- und A-Stelle) bezeichnet.
– Eine Bindungsstelle für die leere tRNA, die auch als EStelle (exit-Stelle) bezeichnet wird.
– Eine Peptidyltransferase-Stelle
– Außerdem Bindungsstellen für regulatorsiche
Faktoren.
Translation
• Analog zu Replikation und Transkription wird
auch die Translation in drei Phasen unterteilt:
– Initiation
– Elongation
– Termination
Initiationsphase der Translation
• Als erstes bindet die Starter-Aminoacyl-tRNA
an den Initiationsfaktor 2 (IF2).
• Die Starter-Aminosäure ist immer Methionin.
• Das entsprechende tRNA-Molekül hat im
Anticodon die Sequenz CAU, welche zum
Startcodon AUG komplementär ist.
• Bei Prokaryoten wird zusätzlich das freie
Aminoende des Methionins formyliert.
• IF 2 ist ein G-Protein (Guaninnukleotid-bindendes
Protein  siehe auch G-Protein gekoppelte
Rezeptoren). Aktiviert ist es mit GTP beladen und
in der Lage, Aminoacyl-tRNA zu binden.
• Der gebildete Komplex lagert sich anschließend
an die kleine 40S-Untereinheit an.
• Die kleine 40S-Untereinheit muss zu diesem
Zweck allerdings zuerst durch Bindung der
Initiationsfaktoren IF-1 und IF-3 aktiviert werden.
• Analoger Verlauf bei Prokaryoten.
• Der weitere verlauf der Initiationsphase unterscheidet
sich bei Eukaryoten und Prokaryoten teilweise.
• Eukaryoten:
– Der Initiationsfaktor IF-4 assoziiert an die Cap-Struktur der
mRNA (5´-Ende) und bindet anschließend die mRNA an die
kleine 40S-Untereinheit. Danach wird die mRNA
zusammen mit IF-1 nach dem ersten Startcodon AUG vom
5´-Ende abgesucht und auf die P-Stelle positioniert.
– Da die eukaryotische mRNA aufgrund der Prozessierung
und des Transports aus dem Zellkern genug Zeit hat, um
komplexere Sekundärstrukturen auszubilden, werden für
die Positionierung Helicasen benötigt.
• Eukaryoten:
– Anschließend lagert sich unter GTP-Verbrauch die
große 60S-Untereinheit an.
– IF-2 und IF-5 sind mit GTP beladen, das nun in GDP
und anorganisches Phosphat gespalten werden.
• Zur Regeneration der beiden Initiationsfaktoren stehen
Katalysatoren bereit, die die Abspaltung von GDP erleichtern
und eine Neubeladung der Moleküle mit GTP ermöglichen.
– Vom entstandenen vollständigen 80S-Ribosom
dissoziieren anschließend IF-1 und IF-3 ab.
– Es entsteht ein Tunnel durch die 60S-Untereinheit,
durch den später die sich bildende Peptidkette
verläuft.
• Prokaryoten:
– Die Unterscheidung des Startcodons von den anderen
AUG-Tripletts erfolgt durch eine Sequenz, die sich 4-10
Basen vor dem Startcodon befindet, die sog.
Ribosomenbindestelle (Shine-Dalgarno-Sequenz GGAGA)
– Für diese Sequenz existiert eine komplementäre Sequenz
auf der rRNA der kleinen 30S-Untereinheit.
– Die Bindung des Komplexes aus mRNA und IF-2 erfolgt
durch Interaktion der rRNA mit der Shine-DalgarnoSequenz.
– Die mRNA wird analog zu den Eukaryoten auf der P-Stelle
positioniert.
• Prokaryoten:
– Nachdem die mRNA positioniert
wurde, lagert sich ebenfalls die
große Untereinheit (50S) unter
Abspaltung der bei den Eukaryoten
angesprochenen Initiationsfaktoren
an und vervollständigt das Ribosom.
– Dabei bildet sich analog ein Tunnel
durch die 50S-Untereinheit, durch
den später die sich bildende
Peptidkette verläuft.
Elongationsphase der Translation
• Die Elongationsphase läuft bei Eukaryoten und
Prokaryoten identisch ab.
• Wichtig sind an dieser Stelle der Translation
die drei Bindungsstellen für tRNA am
Ribosom:
– P-Stelle
– A-Stelle
– E-Stelle
1. Schritt: Beladung
• Zu Beginn der Elongation ist die StarterAminoacyl-tRNA an der P-Stelle des Ribosoms
gebunden.
• Im ersten Schritt der Elongation muss die die
freie A-Stelle mit der Aminoacyl-tRNA besetzt
werden, deren Anticodon zum
nächstfolgenden Basentriplett der mRNA
komplementär ist.
• Die Beladung wird bei den Eukaryoten durch den
Elongationsfaktor 1 (EF-1) und den Prokaryoten analog EFTu katalysiert.
• EF-1 und EF-Tu sind G-Proteine.
• In der aktiven Form ist EF-1 (bzw. EF-Tu) mit GTP beladen
und kann ein Aminoacyl-tRNA-Molekül binden und auf der
mRNA positionieren.
• Anschließend kann die tRNA unter Spaltung von GTP zu
GDP und Phosphat und Entlassung der tRNA vom jeweiligen
Elongationsfaktor an das Ribosom gebunden werden. Die
Entlassung kann nur bei einer korrekten Paarung zwischen
Codon und Anticodon stattfinden, eine falsche tRNA kann
also nicht an das Ribosom gebunden werden
(proof-reading).
2. Schritt: Transpeptidierung
• Die freie Aminogruppe der auf der A-Stelle
gebundenen Aminosäure greift nun das Carbonyl-CAtom der auf der P-Stelle lokalisierten Aminosäure an.
• Dies führt unter Knüpfung einer Peptidbindung
(entspricht Säureamidbindung) zur Lösung der
Aminosäure von der tRNA auf der P-Stelle.
• Diese Reaktion verläuft spontan unter Katalyse der
rRNA des Ribosoms.  Das Ribosom ist ein Ribozym
(siehe Bio-Katalysatoren)
• Das neusynthetisierte Peptid befindet sich nun an der
A-Stelle.
3. Schritt: Translokalisation
• Während der Translokalisation rutscht das
Ribosom um genau ein Basentriplett weiter,
dadurch gelangt das synthetisierte Peptid von
der A-Stelle auf die P-Stelle.
• Die A-Stelle ist nun für die Beladung mit der
nächsten Aminoacyl-tRNA bereit.
• Auf der E-Stelle befindet sich die leere tRNA
und wird von ihr freigesetzt.
• Für die Translokalisation wird wieder ein
Elongationsfaktor benötigt. Bei den
Eukaryoten ist es EF-2 und bei den
Prokaryoten EF-G.
• Beide sind G-Proteine.
• Die Translokalisation verläuft unter Hydrolyse
von GTP, mit dem beide Elongationsfaktoren
in der aktiven Form beladen sind.
Eukaryotische
Elongationsphase
Prokaryotische
Elongationsphase
Translation am rauen ER
Terminationsphase der Translation
• Die Termination der Translation wird
ausgelöst, sobald ein Stoppcodon an die AStelle kommt.
• Die Termination verläuft bei Eukaryoten und
Prokaryoten identisch.
• Die Stoppcodons werden nicht von tRNAs
erkannt. Stattdessen werden sie von sog.
Release Factors erkannt (RF-1 erkennt UAA
und UAG, RF-2 erkennt UAA und UGA)
• Der entsprechende RF bindet zusammen mit GTP
an das Ribosom.
• Dadurch überträgt die Peptidyltransferase die
Peptidkette von der P-Stelle nicht auf die A-Stelle
sondern auf H2O.
• Die Peptidkette wird freigesetzt und gleichzeitig
unter Spaltung des an den RF gebundenen GTP
die unbeladene tRNA von der P-Stelle abgegeben.
• Anschließend zerfällt das Ribosom in seine
Untereinheiten.
Polysomen
• Als Polysom oder Polyribosom wird die Aufreihung
vieler Ribosomen an der zu transferierenden mRNA
während der Proteinsynthese im Cytoplasma
bezeichnet. Dabei liegen die Ribosomen entweder frei
im Cytoplasma vor, oder sind an das Endoplasmatische
Retikulum (ER) gebunden, so dass das fertige Protein
während des Translationsprozesses in das ER
hineingeschleust wird. Polysomen sind Ausdruck des
Mechanismus der Translation, bei dem dieselbe mRNA
mehrfach, praktisch gleichzeitig, abgelesen wird und
daher von einem mRNA-Molekül viele Proteine erzeugt
werden können.
Translation, und dann?
• nach Translation: Proteinfaltung und Modifizierung
(Glycosylierung, Anheftung von Lipidankern,
Modifikation einzelner AS-Seitenketten, Anheftung von
Cofaktoren, Spleißen, etc.)
• Spleißen kann auch nach der Translation, auf
Proteinebene, ablaufen
• Proteine, die gespleißt werden, setzen sich aus sog.
Exteinen und Inteinen zusammen
• Spleißung: Peptid wird herausgeschnitten und die
freiwerdenden Enden werden verknüpft
• Proteinspleißen v. a. bei DNA-Polymerasen, Helicasen,
Topoisomerasen
Inhibitoren der Translation
• Streptomycin: Verhindert Initiation
• Paromomycin: Erhöht ribosomale Fehlerrate durch Bindung
an 30S-Untereinheit
• Tetracycline: Binden an 30S-Untereinheit, blockieren
Anheftung der Aminoacyl-tRNA
• Chloramphenicol: Blockiert Peptidyltransferase
• Erythromycin: Hemmt Translokation, bindet an 50SUntereinheit
• Puromycin: Analogon der Aminoacyl-tRNA und sorgt für
vorzeitigen Kettenabbruch in Pro- und Eukaryonten
• Diphtherietoxin: Hemmt Translokation durch Inaktivierung
von EF-2
Vergleich Genexpression
Prokaryonten – Eukaryonten
Prokaryonten
Eukaryonten
Genaufbau
Gene enthalten nur codierende
Sequenzen
Mosaikgene enthalten Exons
(codierend) und Introns (nichtcodierend)
räumliche Organisation
(Kompartimentierung)
Transkription und Translation finden im Transkription findet im Zellkern statt,
Cytoplasma statt
die Translation im Cytoplasma
zeitliche Organisation
Translation beginnt, bevor die
Transkription beendet ist
Translation beginnt nach Abschluss
der Transkription
Reifung der mRNA
mRNA wird ohne Modifizierung
translatiert
prä-mRNA wird durch Spleißen,
Capping und Anheften des Poly(A)Schwanzes prozessiert
DNA-Aufbau
DNA enthält keine Stützproteine
(Histone)
DNA enthält Histone (Nucleo-HistonKomplexe)
Ribosomenaufbau
70S: 50S- + 30S-Untereinheiten
80S: 60S- + 40S-Untereinheiten
Regulation der Proteinbiosynthese
• Die Kontrolle der Proteinbiosynthese bzw.
Genexpression erfolgt auf verschiedenen
Ebenen:
– Transkriptionskontrolle
– RNA-Prozessierungskontrolle
– RNA-Transport- und Lokalisationskontrolle
– Translationskontrolle
– mRNA-Degradierungskontrolle
– Proteinaktivitätskontrolle
Regulation der Transkription
• Die häufigste Form der Expressionskontrolle
erfolgt während der Transkriptionsphase,
bevorzugt im Stadium der Initiation.
• Im folgenden soll dies am Beispiel des lacOperons bei Prokaryoten verdeutlicht werden.
Aufbau eines Operons
• Ein Operon ist eine Funktionseinheit der DNA von Prokaryoten und
manchen Eukaryoten, bestehend aus Promotor, Operator(en) und
mehreren (Struktur-)Genen, die für Proteine mit typischerweise
verwandten Funktionen codieren.
• Abhängig vom jeweiligen Operon können verschiedene
regulatorische Proteine (Repressoren bzw. Aktivatoren) mit den
Operatoren in Wechselwirkung treten und dadurch die
Transkription der Gene im Operon an- oder abschalten. Auf diese
Weise wird die Synthese der betreffenden mRNA (messenger-RNA)
und damit indirekt der codierten Proteine durch Translation dieser
mRNA aktiviert oder gehemmt.
lac-Operon
• Das lac-Operon (lactose-operon) spielt sowohl beim
Transport, als auch beim Abbau von Lactose in
Bakterien eine wichtige Rolle.
• Das Operon besteht aus einem Promotor (P), einem
Operator (O) und drei Strukturgenen (Z, Y, A)
• Das Repressorgen i enthält Informationen zur Bildung
eines Repressors, gehört allerdings nicht zum lacOperon.
• Das lacZ-Strukturgen codiert für das Enzym βGalactosidase (LacZ). Dieses Enzym spaltet
Lactose hydrolytisch in Galactose und Glucose
und erschließt das Disaccharid somit als
Nahrungsquelle für das Bakterium. Außerdem
kann es Lactose zu Allolactose isomerisieren.
• Das lacY-Gen codiert für ein Transportprotein
namens β-Galactosid-Permease (LacY),
welches die Aufnahme von Lactose in die Zelle
ermöglicht.
• Das lacA-Gen codiert für das Enzym βGalactosid-Transacetylase. Es ist nicht für den
Lactoseabbau notwendig, und seine Funktion
ist nicht endgültig geklärt.
Regulation des lac-Operons
• Die drei Proteine des lac-Operon werden erst dann
exprimiert, wenn Lactose im Umgebungsmedium
vorhanden ist und es keine für die Zelle günstigere
Energiequelle gibt wie beispielsweise Glucose gibt. Ein
System aus negativer und positiver Regulation steuert
den Abbau der effizientesten Energiequelle.
• Das lac-Operon wird sowohl negativ durch einen
Repressor, als auch positiv durch einen Aktivator
reguliert.
• Zusätzlich kontrolliert der Mechnismus des InduktorAusschlusses (inducer exclusion) die Aktivität der LacPermease.
Negative Regulation
• Die negative Regulation des lac-Operons erfolgt durch einen lacRepressor, dem LacI-Protein. Dies ist ein Protein, welches am
Operator binden kann. Sobald sich der Repressor an die DNA
angelagert hat, ist eine Expression der nachfolgenden Strukturgene
nicht mehr möglich.
• Der Repressor seinerseits wird von einem Regulatorgen, dem lacIGen, codiert. Dieses Gen liegt separat oberhalb des lac-Operons
und wird von einem eigenen, konstitutiven Promoter exprimiert.
• Da der Repressor mit hoher Affinität an die Operatoren bindet, ist
der Promotor nahezu ständig reprimiert. In diesem Zustand kommt
es kaum zur Genexpression. Es wird nur so viel exprimiert, wie für
eine zukünftige Induktion an Proteinen notwendig ist.
• Der Vorteil dieser negativen Regulation besteht darin, dass, solange
keine Lactose verstoffwechselt werden muss, auch keine Enzyme
für ihren Abbau bereitgestellt werden müssen.
Positive Regulation
• Verantwortlich für die positive Regulation des lacOperons ist ein Aktivatorprotein, das CAP (catabolite
activator protein). Allerdings ist die CAP-Aktivität von
der Konzentration von cAMP direkt abhängig. Nur
wenn diese beiden Stoffe aneinander binden, können
sie die Genexpression positiv beeinflussen.
• Sie lagern sich an die DNA an und wechselwirken direkt
mit der RNA-Polymerase. Dadurch wird die Affinität der
RNA-Polymerase zum Promotor deutlich erhöht.
• Es sind also drei Elemente für diese positive Regulation
des lac-Promotors notwendig: das CAP-Protein, cAMP
und eine CAP-Bindungsstelle im lac-Promotor.
Einfluss von Lactose
• Ist Lactose als Energielieferant das effizienteste Substrat in der
Umgebung der Zelle, wird sie durch die β-Galactosid-Permease in
die Zelle verbracht. Dort wird sie teilweise durch β-Galactosidase in
Allolactose umgewandelt. Dies bedeutet, dass die Gal-β-1,4-GlcBindung in eine Gal-β-1,6-Glc-Bindung überführt wird.
• In dieser Form ist nun eine Anlagerung an den Repressor LacI
möglich. Durch diese Anlagerung verändert sich die Konformation
des Repressors und er löst sich vom Operator. Allolactose ist somit
ein Induktor des lac-Operons.
• Nun kann die RNA-Polymerase mit der Transkription beginnen.
Durch die nachfolgende Translation werden weitere Moleküle LacPermease und β-Galactosidase bereitgestellt. So kann Lactose
dauerhaft als Substrat genutzt werden, bis dieses aufgebraucht ist,
oder eine bessere Energiequelle zur Verfügung steht.
Einfluss der Glucose
• Es ist für die Zelle von Vorteil, die Glucose der
Lactose als Substrat vorzuziehen. Demnach muss
die Präsenz von Glucose den Abbau der Lactose
hemmen.
• Der Transport von Ghlucose in die Zelle induziert
eine Hemmung der Lactose-Permease, wodurch
keine Lactose in die Zelle transportiert wird und
das lac-Operon inaktiviert bleibt.
• So kommt es auch bei Anwesenheit von Lactose
kaum zur Genexpression, und die Glucose wird
bevorzugt abgebaut.
Regulation bei Eukaryoten
• Die Regulation ist ein komplexerer Prozess als bei
Prokaryoten. Dabei wird an verschiedenen Stellen
der Proteinbiosynthese eingegriffen.
(Transkription, Prozessierung, Transport aus dem
Zellkern oder Translation).
• Die Regulation der Proteinbiosynthese erfolgt
meist ebenfalls schon auf der Stufe der
Transkription.
• Wichtige regulatorische Einheiten sind dabei
Promotoren, Enhancer, Silencer und diverse
Transkriptionsfaktoren.
Regulation der Translation
• Über die Regulation der Proteinbiosynthese
während der Translation ist nur wenig
bekannt.
• Sie findet meist in den Stadien der Initiation
und Termination statt.
• Der Abbau der mRNA kann ebenfalls ein Teil
der Regulation darstellen.