CMV Cytomegalovirus

Institut für medizinische &
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Cytomegalovirus CMV
1. Bedeutung
Das Cytomegalovirus CMV gehört zusammen mit den humanen Herpesviren Typ 6 und 7 zur
Gruppe der Betaherpesviren. CMV hat ein enges Wirtsspektrum und vermehrt sich im
Wirtsorganismus langsam unter Bildung von Riesenzellen, daher erklärt sich auch der Name
des Virus. Bereits vor über 100 Jahren wurde diese charakteristisch veränderte
Zellmorphologie in Pathologiepräparaten beobachtet. Alle Herpesviren verbleiben latent im
Wirtsorganismus, das CMV in mononukleären Zellen.
Die CMV-Infektion ist weltweit verbreitet und häufig, was sich an Durchseuchungsraten von ca.
50% in Populationen von Industriestaaten und 100% von Drittweltländern ablesen lässt. Die
Erstinfektion verläuft meist klinisch inapparent, grösstenteils in früher Kindheit oder in der
Adoleszenz. Selten kommt es zum klinischen und hämatologischen Bild der infektiösen
Mononukleose, jedoch mit negativer Epstein Barr-Virus-Serologie. Das Virus kann nach
erfolgter Infektion über sehr lange Zeit in verschiedenen Körper-flüssigkeiten wie Speichel,
Tränen, Urin, Stuhl, Genitalsekreten, Blut nachgewiesen werden, entsprechend zahlreich sind
die Übertragungswege.
Schwere Krankheitsbilder sind auch beim Immunkompetenten infolge der Transfusion von Blut
latent infizierter Spender auf den nicht infizierten Empfänger als “posttransfusionelle
Zytomegalie” bekannt. Lebensbedrohliche Verläufe von Erstinfektion oder Reaktivierung sind
bei immunsupprimierten Patienten - mit Malignom, AIDS, Organ-transplantat usw. - gefürchtet.
Die am häufigsten betroffenen Organe sind Lunge, Leber, Gastrointestinaltrakt, Auge und Hirn.
CMV ist somit einer der klinisch bedeutsamsten Erreger opportunistischer Infektionen [1].
CMV ist überdies die häufigste Ursache einer kongenitalen Infektion mit Krankheitssymptomen
des Kindes bei Geburt und/oder Spätfolgen. Etwa 1% aller Lebendgeburten werden im Laufe
der Embryonal- oder Foetalentwicklung intrauterin infiziert, wovon 10% dauernde Schäden
erleiden [2].
2. Nachweismethoden
Beim Nachweis ist, bedingt durch die Biologie des Erregers, die Unterscheidung zwischen
latenter und florider Infektion wichtig. Die IgG-Serokonversion ist für eine kürzlich erworbene
Erstinfektion beweisend, IgM-Nachweise sind aus verschiedenen Gründen nicht immer
aussagekräftig. IgM-Antikörper persistieren nach Primärinfektion nicht selten über Monate, bei
etwa 50% der reaktivierten Infektionen sind sie wiederum nachweisbar. Reaktivationen sind
serologisch kaum zu diagnostizieren. Antigen-, resp. Genomnachweise sind aussagekräftiger.
Doch auch der Nachweis von CMV DNA muss immer zusammen mit dem klinischen Befund
interpretiert werden [1,2].
Der kulturelle Nachweis von CMV wird heute meist mit der sogenannten shell-vial Technik
geführt. Auf den in einem Röhrchen mit Objektträger propagierten Zellrasen humaner
Fibroblasten wird das Patientenmaterial durch Zentrifugation auf die Zellkultur transferiert und
2 bis 5 Tage inkubiert. Der spezifische Nachweis erfolgt nicht wie bei der klassischen Zellkultur
durch Beobachten des typischen zytopathischen Effektes des Virus (Riesenzellen), der bis zu
6 Wochen beanspruchen kann, sondern durch Detektion gewisser Antigene, welche im
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Vermehrungszyklus des Virus sehr früh gebildet werden (immediate early antigens). Die
Messung des pp65 Antigens im peripheren Blut wird vor allem bei Transplantierten
durchgeführt, langsam aber durch kommerzielle, quantitative Hybridisierungs- und/oder
Amplifizierungstechniken (PCR, bDNA) ersetzt. Beide Methoden ermöglichen es, frühzeitig
eine antivirale Behandlung zu beginnen und ausserdem, die Therapie zu überwachen [3].
Die PCR wird zur Diagnose einer floriden CMV-Infektion aus verschiedenen Materialien schon
seit geraumer Zeit mit Erfolg breit angewendet. Sie ist gegenüber der shell-vial Technik
bezüglich Sensitivität und Spezifität nur leicht überlegen, hat aber den Vorteil, keinen
aufwendigen Transport der Probe zu erfordern und rasch ein Resultat verfügbar zu machen [48]. Eine Validierungsstudie, in der unsere in-house PCR mit der shell-vial Methode verglichen
wurde, weist auf eine leicht erhöhte Sensitivität der PCR hin (persönliche Mitteilung W.
Wunderli, Laboratoire Central de Virologie, Hôpital Universitaire, Genf). Die negative PCR im
Urin einer Schwangeren mit positivem CMV-IgM-Nachweis unklarer Spezifität erlaubt den
Ausschluss einer aktuellen Infektion.
3. Therapie
Bei AIDS Patienten und Transplantierten wird vor allem Ganciclovir eingesetzt. Foscarnet und
Cidofovir sind Alternativen zur Behandlung der CMV induzierten Retinitis [9].
4. Untersuchungsmaterialien
Folgende Materialien sind für die Untersuchung auf Cytomegalovirus geeignet:
• Liquor
• Urin
• Rachenspülflüssigkeit/Rachenabstrich/Nasopharynxabstrich/Nasopharyngealsekret
• Bronchial-Sekret/-Lavage
• Augenkammerwasser
• Fruchtwasser
• Biopsiematerial
• Plasma/Serum
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Literatur:
[1] W.J. Britt. Betaherpesviruses: cytomegalovirus, human herpesviruses 6 and 7, p. 339-350, Vol. 1. In: Topley &
Wilson’s Microbiology and Microbial Infections, 9th edition. L. Collier, A. Balows, M. Sussmann (ed.). Arnold,
London 1998.
[2] G. Enders. Viral infections of the fetus and neonate, other than rubella, p. 873-915, Vol. 1. In: Topley & Wilson’s
Microbiology and Microbial Infections, 9th edition. L. Collier, A. Balows, M. Sussmann (ed.). Arnold, London 1998.
[3] W. Bossart, K. Bienz, W. Wunderli. Surveillance of cytomegalovirus after solid-organ transplantation: comparison
of pp65 antigenemia assay with a quantitative DNA hybridization assay. J. Clin. Microbiol. 1997, 35:3303-3304.
[4] G.J. Demmler, G.J.Buffone, C.M. Schimbor, R.A. May. Detection of cytomegalovirus in urine from newborns by
using polymerase chain reaction DNA amplification. J. Infect. Dis. 1988, 158:1177-1184.
[5] J. Troendle Atkins, G.J. Demmler, W.D. Williamson, J.M. McDonald, A.S. Istas, G.J. Buffone. Polymerase chain
reaction to detect cytomegalovirus DNA in the cerebrospinal fluid of neonates with congenital infection. J. Infect.
Dis. 1994, 169:1334-1337.
[6] M.J. Miller, S. Bovey, K. Pado, D.A. Bruckner, E.A. Wagar. Application of PCR to multiple specimen types for
diagnosis of cytomegalovirus infection: comparison with cell culture and shell vial assay. J. Clin. Microbiol. 1994,
32:5-10.
[7] P. Patel, T.F. Smith, M. Espy, R.H. Wiesner, R.A.F. Krom, D. Portela, C.V. Paya. Detection of cytomegalovirus
DNA in sera of liver transplant recipients. J. Clin. Microbiol. 1994, 32:1431-1434.
[8] M. Studahl, T. Bergstrom, K. Ekeland-Sjoberg, A. Ricksten. Detection of cytomegalovirus DNA in cerebrospinal
fluid in immunocompetent patients as a sign of active infection. J. Med. Virol. 1995, 46:274-280.
[9] D.N. Gilbert, R.C. Moellering Jr., M.A. Sande. Sanford guide to antimicrobial therapy. Antimicrobial Therapy Inc.,
Hyde Park, USA, 2000.