Cytomegalovirus CMV - Laborgemeinschaft 1

Laborgemeinschaft
Institut für
medizinische & molekulare
Diagnostik AG. Zürich
Info
Cytomegalovirus CMV
1. Bedeutung
Das Cytomegalovirus CMV gehört zusammen mit den humanen Herpesviren Typ 6 und 7
zur Gruppe der Betaherpesviren. CMV hat ein enges Wirtsspektrum und vermehrt sich
im Wirtsorganismus langsam unter Bildung von Riesenzellen, daher erklärt sich auch
der Name des Virus. Bereits vor über 100 Jahren wurde diese charakteristisch veränderte
Zellmorphologie in Pathologiepräparaten beobachtet. Alle Herpesviren verbleiben
latent im Wirtsorganismus, das CMV in mononukleären Zellen.
Die CMV-Infektion ist weltweit verbreitet und häufig, was sich an Durchseuchungsraten
von ca. 50% in Populationen von Industriestaaten und 100% von Drittweltländern
ablesen lässt. Die Erstinfektion verläuft meist klinisch inapparent, grösstenteils in früher
Kindheit oder in der Adoleszenz. Selten kommt es zum klinischen und hämatologischen
Bild der infektiösen Mononukleose, jedoch mit negativer Epstein Barr-Virus-Serologie.
Das Virus kann nach erfolgter Infektion über sehr lange Zeit in verschiedenen Körperflüssigkeiten wie Speichel, Tränen, Urin, Stuhl, Genitalsekreten, Blut nachgewiesen
werden, entsprechend zahlreich sind die Übertragungswege.
Schwere Krankheitsbilder sind auch beim Immunkompetenten infolge der Transfusion
von Blut latent infizierter Spender auf den nicht infizierten Empfänger als “posttransfusionelle Zytomegalie” bekannt. Lebensbedrohliche Verläufe von Erstinfektion oder
Reaktivierung sind bei immunsupprimierten Patienten - mit Malignom, AIDS, Organtransplantat usw. - gefürchtet. Die am häufigsten betroffenen Organe sind Lunge,
Leber, Gastrointestinaltrakt, Auge und Hirn. CMV ist somit einer der klinisch bedeutsamsten Erreger opportunistischer Infektionen [1].
CMV ist überdies die häufigste Ursache einer kongenitalen Infektion mit Krankheitssymptomen des Kindes bei Geburt und/oder Spätfolgen. Etwa 1% aller Lebendgeburten
werden im Laufe der Embryonal- oder Foetalentwicklung intrauterin infiziert, wovon
10% dauernde Schäden erleiden [2].
2. Nachweismethoden
Beim Nachweis ist, bedingt durch die Biologie des Erregers, die Unterscheidung
zwischen latenter und florider Infektion wichtig. Die IgG-Serokonversion ist für eine
kürzlich erworbene Erstinfektion beweisend, IgM-Nachweise sind aus verschiedenen
Gründen nicht immer aussagekräftig. IgM-Antikörper persistieren nach Primärinfektion
nicht selten über Monate, bei etwa 50% der reaktivierten Infektionen sind sie
wiederum nachweisbar. Reaktivationen sind serologisch kaum zu diagnostizieren.
Antigen-, resp. Genomnachweise sind aussagekräftiger. Doch auch der Nachweis von
CMV DNA muss immer zusammen mit dem klinischen Befund interpretiert werden [1,2].
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Literatur
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Oktober 2002
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Der kulturelle Nachweis von CMV wird heute meist mit der sogenannten shell-vial
Technik geführt. Auf den in einem Röhrchen mit Objektträger propagierten Zellrasen
humaner Fibroblasten wird das Patientenmaterial durch Zentrifugation auf die Zellkultur
transferiert und 2 bis 5 Tage inkubiert. Der spezifische Nachweis erfolgt nicht wie bei der
klassischen Zellkultur durch Beobachten des typischen zytopathischen Effektes des Virus
(Riesenzellen), der bis zu 6 Wochen beanspruchen kann, sondern durch Detektion
gewisser Antigene, welche im Vermehrungszyklus des Virus sehr früh gebildet werden
(immediate early antigens). Die Messung des pp65 Antigens im peripheren Blut wird vor
allem bei Transplantierten durchgeführt, langsam aber durch kommerzielle, quantitative
Hybridisierungs- und/oder Amplifizierungstechniken (PCR, bDNA) ersetzt. Beide
Methoden ermöglichen es, frühzeitig eine antivirale Behandlung zu beginnen und
ausserdem, die Therapie zu überwachen [3].
Die PCR wird zur Diagnose einer floriden CMV-Infektion aus verschiedenen Materialien
schon seit geraumer Zeit mit Erfolg breit angewendet. Sie ist gegenüber der shell-vial
Technik bezüglich Sensitivität und Spezifität nur leicht überlegen, hat aber den Vorteil,
keinen aufwendigen Transport der Probe zu erfordern und rasch ein Resultat verfügbar
zu machen [4-8]. Eine Validierungsstudie, in der unsere in-house PCR mit der shell-vial
Methode verglichen wurde, weist auf eine leicht erhöhte Sensitivität der PCR hin (persönliche Mitteilung W. Wunderli, Laboratoire Central de Virologie, Hôpital Universitaire,
Genf). Die negative PCR im Urin einer Schwangeren mit positivem CMV-IgM-Nachweis
unklarer Spezifität erlaubt den Ausschluss einer aktuellen Infektion.
3. Therapie
Bei AIDS Patienten und Transplantierten wird vor allem Ganciclovir eingesetzt. Foscar-net
und Cidofovir sind Alternativen zur Behandlung der CMV induzierten Retinitis [9].
4. Untersuchungsmaterialien
Folgende Materialien sind für die Untersuchung auf Cytomegalovirus geeignet:
Liquor
Urin
Rachenspülflüssigkeit/Rachenabstrich/Nasopharynxabstrich/Nasopharyngealsekret
Bronchial-Sekret/-Lavage
Augenkammerwasser
Fruchtwasser
Biopsiematerial
Plasma/Serum
Literatur
[1] W.J. Britt. Betaherpesviruses: cytomegalovirus, human herpesviruses 6 and 7, p. 339-350, Vol. 1. In: Topley &
Wilson’s Microbiology and Microbial Infections, 9th edition. L. Collier, A. Balows, M. Sussmann (ed.). Arnold,
London 1998.
[2] G. Enders. Viral infections of the fetus and neonate, other than rubella, p. 873-915, Vol. 1. In: Topley & Wilson’s
Microbiology and Microbial Infections, 9th edition. L. Collier, A. Balows, M. Sussmann (ed.). Arnold, London 1998.
[3] W. Bossart, K. Bienz, W. Wunderli. Surveillance of cytomegalovirus after solid-organ transplantation: comparison
of pp65 antigenemia assay with a quantitative DNA hybridization assay. J. Clin. Microbiol. 1997, 35:3303-3304.
[4] G.J. Demmler, G.J.Buffone, C.M. Schimbor, R.A. May. Detection of cytomegalovirus in urine from newborns by
using polymerase chain reaction DNA amplification. J. Infect. Dis. 1988, 158:1177-1184.
[5] J. Troendle Atkins, G.J. Demmler, W.D. Williamson, J.M. McDonald, A.S. Istas, G.J. Buffone. Polymerase chain
reaction to detect cytomegalovirus DNA in the cerebrospinal fluid of neonates with congenital infection. J. Infect.
Dis. 1994, 169:1334-1337.
[6] M.J. Miller, S. Bovey, K. Pado, D.A. Bruckner, E.A. Wagar. Application of PCR to multiple specimen types for
diagnosis of cytomegalovirus infection: comparison with cell culture and shell vial assay. J. Clin. Microbiol. 1994,
32:5-10.
[7] P. Patel, T.F. Smith, M. Espy, R.H. Wiesner, R.A.F. Krom, D. Portela, C.V. Paya. Detection of cytomegalovirus
DNA in sera of liver transplant recipients. J. Clin. Microbiol. 1994, 32:1431-1434.
[8] M. Studahl, T. Bergstrom, K. Ekeland-Sjoberg, A. Ricksten. Detection of cytomegalovirus DNA in cerebrospinal
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[9] D.N. Gilbert, R.C. Moellering Jr., M.A. Sande. Sanford guide to antimicrobial therapy. Antimicrobial Therapy Inc.,
Hyde Park, USA, 2000.
WebSite
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Literatur
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