Handbuch zur mikrobiologischen Präanalytik
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MVZ LABOR Dr .R.Swi t k ows k i ,A.Wagner ,Dr .C.Bauer mann BERLI N Ge wi n n u n gv o n Un t e r s u c h u n g s ma t e r i a l Inhaltsverzeichnis Vorwort / Telefonliste...................................................................................................................... 1 Allgemeine Hinweise ...................................................................................................................... 2 Blutkulturen..................................................................................................................................... 3 Katheterspitzen............................................................................................................................... 6 Liquor-Proben................................................................................................................................. 7 Sputum, Tracheal- und Bronchialsekrete........................................................................................ 8 Rachenabstrich, Nasenabstrich, Ohrabstrich ............................................................................... 11 Eiter, Wundabstriche, Gewebe ..................................................................................................... 12 Genitalabstriche............................................................................................................................ 15 Urindiagnostik............................................................................................................................... 17 Stuhldiagnostik ............................................................................................................................. 19 Tuberkulose / Mykobakteriosen.................................................................................................... 23 Pilzdiagnostik................................................................................................................................ 24 MRE-Diagnostik............................................................................................................................ 25 Molekularbiologische Diagnostik .................................................................................................. 27 Antibiogramme – allgemeine Hinweise......................................................................................... 30 Liste der regelmäßig getesteten Antibiotika.................................................................................. 31 Liste der getesteten Antimykotika................................................................................................. 32 Austestung spezieller Resistenzmechanismen............................................................................. 33 Lagerung von Untersuchungsmaterialien bis zur Abholung.......................................................... 34 Anforderungsblatt Mikrobiologie Berlin ......................................................................................... 35 Heidelberg................................................................................. 36 Literaturverzeichnis ...................................................................................................................... 37 © BY MVZ LABOR, DR. SWITKOWSKY WAGNER, DR. BAUERMANN, BERLIN / LABOR DR. LIMBACH UND KOLLEGEN, HEIDELBERG Alle Rechte, auch die des auszugsweisen Nachdrucks, der photomechanischen Wiedergabe und der Übersetzung vorbehalten. Dies gilt auch für die Einspeicherung in elektronische Systeme. Vorwort Dieser kurze Überblick über die korrekte Materialabnahme für die bakteriologische Diagnostik soll im Krankenhaus und in der Praxis zur schnellen Orientierung dienen. Die Ausführungen basieren im Wesentlichen auf den Verfahrensrichtlinien der Deutschen Gesellschaft für Hygiene und Mikrobiologie (DGHM), wie sie in den Qualitätsstandards (MiQ) niedergelegt sind, und auf den Empfehlungen der American Society for Microbiology (ASM), die in den „Cumitech“, dem „Clinical Microbiology Procedures Handbook“ und im „Manual of Clinical Microbiology“ nachzulesen sind. Gelegentlich sind die Empfehlungen der beiden Gesellschaften (DGHM und ASM) nicht deckungsgleich, hierauf wird im Text entsprechend hingewiesen. Für spezielle Fragestellungen stehen folgende Informationsschriften zur Verfügung: MRSA, cMRSA, Abnahme Blutkulturen, Chlostridium difficile assoziierte Erkrankungen und andere EnteritisErreger, VRE (Vancomycin-resistente Enterokokken), B-Streptokokken (GBS) in der Schwangerschaft, Tuberkulose, Helicobacter pylori-Diagnostik, Influenza (einschließlich Influenza A/H1N1). WICHTIGER HINWEIS: Die Informationsschriften sind ebenso wie die gesamte vorliegende Broschüre auf unserer homepage www.mvz-labor-berlin.de einzusehen. Das Literaturverzeichnis befindet sich am Ende dieses Heftes. Dr. C. Bauermann Dr. B. Hammer Dr. A.-M. Fahr Berlin, im Februar 2012 In Zusammenarbeit mit Labor Limbach, Heidelberg Telefonliste Mikrobiologie, Berlin/Heidelberg Ärztliche Ansprechpartner Ansprechpartner im Labor Mikrobiologie Berlin Frau Dr. Bauermann 030/890645-27 Frau Dr. Hammer -43 Frau Dr. Fahr -27 Mikrobiologie Berlin Blutkulturen/Liquores Heidelberg Frau Dr. Fahr 06221/3432-255 Prof. Dr. Hof -342 Frau Prof. Dr. Wendt -344 030/890645-41 Varia (Abstriche, respiratorische Materialien) Urin Stuhl Heidelberg Tuberkulose-Labor PCR-Analytik -42 - 06221/3432-126 -194 1 Allgemeine Hinweise Untersuchungsmaterial zum Erregernachweis sollte möglichst gezielt vom Infektionsort und möglichst ohne Kontamination entnommen werden. Diagnostisch ideal ist solches Material, das direkt aus physiologischerweise sterilen Körperbereichen entnommen werden kann. Die Probe sollte, wenn möglich, vor dem Beginn einer antibiotischen Therapie entnommen werden. Mehrmalige Entnahmen erhöhen die diagnostische Sicherheit. Nach Entnahme mit sterilem Besteck ist das Material nativ in einem sterilen Gefäß oder ggf. in einem speziellen Transportmedium einzusenden. Entnahmeund Versandbestecke werden von uns zur Verfügung gestellt. Folgende Punkte bitten wir auf den Anforderungsblättern (s. Abb. S. 35, 36) zu vermerken: Art der Patientenprobe Entnahmezeitpunkt: Datum und Uhrzeit klinische (Verdachts-) Diagnose, Symptomatik in Stichworten Vorbehandlung: Angaben zur antimikrobiellen Therapie Grunderkrankung (z.B. Karzinomerkrankung, Immunsuppression) Umgebungs-, Reiseanamnese gewünschte Untersuchung Allgemeiner Untersuchungsauftrag Erreger + Resistenz (E+R): die Probe wird mittels Mikroskopie (sofern geeignetes Material) und Kultur, bei Wachstum (fakultativ) pathogener Keime einschließlich Keimdifferenzierung und Antibiogramm untersucht. Ausdrücklich anzufordernde spezielle Untersuchungen Aktinomyzeten, A-Streptokokken, Chlamydien, Cholera, Diphtherie, Gonokokken, Helicobacter, Legionellen, Mykoplasmen, Pertussis, Pilze, Pneumocystis, Protozoen, Tuberkulose bzw. Mykobakterien, alle viralen Erreger, Würmer und Wurmeier. Neben der konventionellen Mikrobiologie sind weitere einsetzbare Nachweisverfahren – wie die PCR (Polymerase-Kettenreaktion zum Nachweis erregerspezifischer DNA) oder Antigennachweise – ausdrücklich anzufordern. Anamnestische oder klinische Besonderheiten, die den Verdacht auf besondere, bei uns seltene Infektionen lenken, sollten ebenfalls auf dem Begleitschreiben vermerkt werden (z.B. Auslandsaufenthalt, berufliche Exposition, Kontakt mit Ausscheidern, Tierkontakt). Lagerung des Untersuchungsmaterials Detaillierte Informationen sind der Tabelle auf Seite 34 zu entnehmen. 2 Blutkulturen Die Empfehlungen zur Lagerung und Beimpfung der Blutkulturflaschen beziehen sich auf das von uns benutzte BactecSystem der Firma Becton Dickinson. Bei anderen Systemen sind die entsprechenden Herstellerangaben zu berücksichtigen. Definition: Eine Blutkultur umfasst eine aerobe und eine anaerobe Flasche Blutkulturmedien für aerobe + anaerobe Keime sowie zur Abnahme bei Kindern A Indikationen Klinische Kriterien für eine Sepsis, eine schwere Sepsis oder einen septischen Schock Verdacht einer systemischen Beteiligung bei einer lokalisierten Infektion (z. B. eitrige Meningitis, schwere Pneumonie, Epiglottitis, komplizierte Pyelonephritis, Osteomyelitis, Mastoiditis, Spondylodiszitis, eitrige Arthritis, Cholangitis, viszerale Abszesse, schwere Haut- und Weichteilinfektionen, Omphalitis bei Neugeborenen) Verdacht auf eine zyklische Infektionskrankheit wie z. B. Typhus oder Brucellose Verdacht auf Bakteriämie, Fungämie im Rahmen einer subaktuten Endocarditis oder einer Katheterassoziierten Infektion Fieber unklarer Genese ("FUO") B Entnahmezeitpunkt Es ist unpraktikabel, den Entnahmezeitpunkt vom Zeitpunkt des Fieberbeginns abhängig zu machen. In der klinischen Praxis wird empfohlen, Blutkulturen unmittelbar bei Auftreten einer auf eine Sepsis hindeutenden klinischen Symptomatik zu entnehmen. Entnahme vor Antibiotikatherapie dringend empfohlen. C Entnahmeort In der Regel eine periphere Vene. Eine arterielle Blutentnahme bringt keine Vorteile. Eine Untersuchung von Knochenmark bietet nur in Ausnahmefällen (z.B. Brucellose oder Typhus) eine zusätzliche Nachweismöglichkeit. Quantitative Blutkulturdiagnostik nach telefonischer Rücksprache. D Entnahmetechnik Eine sorgfältige Hautdesinfektion ist entscheidend, um die Rate kontaminierter Blutkulturen gering zu halten. • Punktionsstelle (ca. 5 x 5 cm) mit einem sterilen Tupfer mit 70% Propanol oder Äthanol desinfizieren, Einwirkzeit ca. 1 min. • Anschließend 2. Desinfektion mittels sterilem Tupfer mit 70% Alkohol (MIQ) oder 1 bis 2% Jodtinktur (ASM). • Nach hygienischer Händedesinfektion Einmalhandschuhe bei Blutentnahme tragen, Vene nicht erneut palpieren. 3 E Anzahl der Blutkulturen Primäre Bakteriämie / Sepsis: 2 (3) Blutentnahmen in rascher Folge. Es gibt keine Literatur zu bestimmten Zeitintervallen bei der Blutkulturabnahme. Die ASM lässt sogar 3 Blutkulturen aus einer Venenpunktion bei dringenden Fällen zu. Unklares Fieber/Endocarditis: 24h später evtl. erneute Abnahme von 2 (3) Blutkulturen. Blutkulturmedien für aerobe + anaerobe Keime sowie zur Abnahme bei Kindern F Blutvolumen G Die Chance der Erregerisolierung steigt mit der eingesetzten Blutmenge (Anstieg der Positivrate um 3 – 5% pro ml Blut). Erwachsene: 8 – 10 ml Blut pro Flasche werden empfohlen (Herstellerangaben beachten). Früh- und Neugeborene: mindestens 0,5 ml Blut in die pädiatrische Blutkulturflasche (PEDS) geben. Frühund Neugeborene haben bei einer Sepsis in der Regel eine 10fach höhere Bakterienkonzentration im Blut als Erwachsene. Kinder: Kinder unter 20kg KG gewichtsabhängig 1-10ml Blut. Bis zu 3ml in die PEDS-Flasche geben, bei größeren Blutmengen die aerobe und anaerobe Flasche beimpfen. Bei Kindern über 6 Jahren und einem Gewicht >20 kg sollen die für Erwachsenen üblichen Blutkulturen mit je 5 ml Blut beimpft werden. Beimpfung der Blutkulturflaschen Entnahme mit der Spritze oder mit geschlossenen Systemen (z. B. Butterfly + Bactec-Holder) Plastikkappe entfernen. Gummistopfen mit 70% Propylalkohol desinfizieren. Bei Entnahme mit der Spritze zuerst anaerobe Flasche (gelbe Fassung), dann aerobe Flasche (blaue Fassung) beimpfen. Bei Entnahme mit geschlossenem System zuerst aerobe Flasche, dann die anaerobe Flasche beimpfen. Über das Wechseln der Nadel vor Beimpfung der Blutkulturflasche existieren unterschiedliche Literaturangaben. Auf Grund der Verletzungsgefahr wird dies nicht mehr empfohlen. Flaschen nicht belüften. Bei Verdacht auf Fungämie wird eine zusätzliche Beimpfung einer speziellen Mycosis-Flasche empfohlen. Die Beimpfung der Blutkulturen mit primär sterilen Materialien (z. B. CAPD, Liquor, Gelenkpunktate erfolgt nach dem gleichen Schema). Anschließend die Blutkulturen leicht schwenken. 4 H Lagerung und Transport der Blutkulturflaschen Diese Empfehlung wird sowohl vom Hersteller als auch im Manual for Clinical Microbiology, 10th Edition, gegeben. Die Lagerung der von uns zur Verfügung gestellten Blutkulturflaschen der Firma Becton Dickinson erfolgt Blutkulturmedien für aerobe + vor der Blutentnahme bei Raumtemperatur. anaerobe Keime sowie zur Abnahme bei Kindern Nach der Blutentnahme müssen die Flaschen ebenfalls bei Raumtemperatur gelagert werden, bis der Fahrer kommt. Die Lagerung bei Raumtemperatur kann nach Herstellerangaben bis zu 48h erfolgen, idealerweise sollte das Zeitfenster bis zu 20 h nicht überschritten werden. Falls vorhanden, können die Blutkulturen dann in den Brutschrank gestellt werden, dies muss unbedingt vermerkt werden. Der Transport der Flaschen soll in Transportbehältern erfolgen. I Begleitinformation Neben den üblichen Angaben bitte stets angeben Entnahmeort (periphere Vene, ZVK, Port etc.) Verdachtsdiagnose Telefonische Durchwahl des Einsenders Aktuelle antibiotische Therapie Literaturverzeichnis 1. MIQ 3a 2007 Seifert, H et al. Blutkulturdiagnostik: Sepsis, Endocarditis, Katheterinfektionen, Teil I 2. MIQ 3b 2007 Seifert, H et al. Blutkulturdiagnostik: Sepsis, Endocarditis, Katheterinfektionen, Teil II 3. Cumitech 1C 2005 Weinstein MP et al. Blood Cultures IV 4. Murray PM et al. 2011. Manual of Clinical Microbiology 10th Editon. American Society for Microbiology 5 Katheterspitzen Insertionsstelle desinfizieren, Katheter ziehen, Spitze (ca. 4-6 cm) abschneiden und in ein steriles Gefäß geben. Gefäß ohne Nährbouillonzusatz bei der Anlage ist eine semiquantitative Aussage über die Koloniezahl nach Maki möglich. Bitte dies auf dem Schein vermerken. Blutkulturmedien für aerobe + anaerobe Keime sowie zur Abnahme bei Kindern 6 Liquor-Proben Liquorentnahme muss unter streng aseptischen Kautelen erfolgen. Arzt und Assistenzpersonal sollten zur Vermeidung einer Tröpfcheninfektion eine OPSchutzmaske tragen. Punktionsstelle sorgfältig desinfizieren, Procedere siehe Liquor cerebrospinalis, Mikroskopie: Gram-Färbung mit Leukozyten und grampositiven Diplokokken (Pneumokokken) bei Blutkulturen. Ca. 1-2 ml in ein Blutkulturfläschchen geben (am besten geeignet sind PEDS-Flaschen = Pädiatr. Blutkulturflaschen). Die Wuchsfaktoren werden von uns zugesetzt. Mindestens 2 mikroskopische Präparate auf Objektträgern anfertigen, lufttrocknen lassen und mitschicken. Besser 1 ml Nativ-Liquor zusätzlich schicken, davon können dann Präparate angefertigt, Hemmstofftest und weitere Untersuchungen durchgeführt werden. PCR-Untersuchungen im Liquor sind für eine Vielzahl von Erregern möglich (z. B. Pilze, Listerien, Meningokokken, Tropheryma whippelii). Bis zur Abholung der Proben Liquor-Blutkulturflaschen im Brutschrank aufbewahren. Falls kein Brutschrank vorhanden ist, können die Flaschen notfalls auch bei Raumtemperatur belassen werden. Die Vorbebrütung auf der Flasche und dem Überweisungsschein vermerken. Hinweis: Bei Vorliegen eines septischen Krankheitsbildes empfiehlt sich die zusätzliche Entnahme von Blutkulturen. Unbedingt bitte telefonische Ankündigung der Probe unter Tel.: 030/890645-41 oder -42 7 Sputum, Tracheal- und Bronchialsekrete Das Sekret der tiefen Atemwege wird bei der Gewinnung als Sputum zwangsläufig mit der Mund-Rachenflora kontaminiert. Diagnostisch überlegen und auch zum Nachweis von Sputum mit reichlich Leukozyten, Mikroskopie: Gramspeziellen Erregern (Legionellen, Mykoplasmen, ChlamyFärbung dien, Pneumocystis jirovecii) geeignet sind. Tracheal- und Bronchialsekret, wenn es gezielt bronchoskopisch oder mittels geschützter Bürste entnommen wird. Sputum Möglichst Morgensputum verwenden. Möglichst nur eitriges Sputum einsenden. Vor der Expektoration Zähne putzen und Mund mit frischem Leitungswasser spülen (bei TBC abgekochtes Wasser oder Tee nehmen). Das Material sollte von unten abgehustet werden. Die Patienten müssen entsprechend aufgeklärt werden. Gelingt es nicht, eine entsprechende Probe zu entnehmen, kann mit Inhalation von 15% NaCl oder mit Mucolytika nachgeholfen werden. Für die Proben entsprechende Gefäße mit Umhüllung verwenden. Bis zum Transport bei 4 – 8 °C lagern. Kultur: Die Angabe der Keime erfolgt semiquantitativ. Trotz optimaler Probenentnahme ist es wegen der regelmäßigen Speichelbeimengungen oft schwierig, aussagekräftige Befunde zu erheben. Eignung der Probe Mikroskopie: Gut geeignete Proben sollten weniger als 10 Plattenepithelzellen und mehr als 25 Leukozyten pro Gesichtsfeld enthalten. Klassifizierung der zytologischen Untersuchung zur Bewertung von Sputumproben (modifiziert nach MiQ 7/8) Gruppen-Nr. Anzahl/Gesichtsfelda Wertung Granulozyten Plattenepithelzellen 6 < 25 < 25 5 > 25 < 10 4 3 2 1 > 25 > 25 10-25 < 10 10-25 > 25 > 25 > 25 aVergrößerung bedingt geeignetes Material, z. B. bei einem neutropenischen Patienten am besten geeignetes Material geeignetes Material bedingt geeignetes Material nicht geeignetes Material nicht geeignetes Material 100fach, mindestens 5 Gesichtsfelder beurteilen. 8 Ausnahmen bei der Beurteilung des Sputums sind Immundefekt, Mucoviszidose, Legionellose, Tuberkulose und epidemiologische Fragestellungen. Nicht geeignet ist 24-Stunden-Sammelsputum. Die Diagnose „Aspirationspneumonie“ sollte unbedingt vermerkt werden. Hierbei erfolgt auch eine Anlage auf Anaerobier, die bei anderen Fragestellungen nicht indiziert ist. Sputum mit reichlich Leukozyten, Mikroskopie: GramFärbung Die Diagnose Mucoviszidose sollte gesondert vermerkt werden. Es erfolgt eine Spezialanlage (quantitative Befundung der angezüchteten Keime, Spezialplatte zum Nachweis von Burkholderia cepacia, Beurteilung des Pseudomonas-Wachstums z. B. schleimige Kolonieformen (Ansatz spezieller Resistenzen). Tracheal-/Bronchialsekret Auch hier ist eine oropharyngeale Kontamination nicht zu vermeiden, da die Trachea nach kurzer Zeit der Beatmung auch besiedelt ist. Unter sterilen Kautelen absaugen und Sekret in Probengefäß überführen oder die entsprechenden Gefäße ("Falle") einschicken (Umhüllung verwenden). Evt. Absaugkatheter abschneiden und im sterilen Gefäß einschicken. Bis zum Transport bei 4 – 8 °C lagern. Bronchoskopische Materialgewinnung a) b) Sekret über Bronchoskop aspirieren. Bronchoalveoläre Lavage (BAL) 5-10 ml Flüssigkeit einschicken, bei Verdacht auf eine Legionelleninfektion mit Ringer-Laktat lavagieren, da NaCl bakterizid auf diese Erreger wirkt. c) Geschützte Bronchialbürste (PSB: protected specimen brush). In 1-2 ml Ringer-Laktat einsenden. Bis zum Transport bei 4 – 8 °C lagern. 9 Spezielle Erreger Folgende Untersuchungen sind nicht in der Anforderung „path. Keime“ enthalten und müssen gezielt angefordert werden: Pneumocystis jirovecii Chlamydia pneumoniae PCR-Diagnostik aus dem Sekret der oberen Luftwege. Cytomegalie Virus-Nachweis PCR-Diagnostik aus dem Sekret der oberen Luftwege. Cryptococcus neoformans PCR-Diagnostik aus dem Sekret der oberen Luftwege. Legionella spp. Kulturelle Anzüchtung (ca. 5 – 10 Tage) oder PCR aus dem Sekret der oberen Luftwege. Antigen-Test im Urin empfohlen. Helicobacter pylori Siehe Seite 20 Mycoplasma pneumoniae Anzüchtung möglich, jedoch lange Zeitdauer. Gute Ergebnisse ergibt eine PCR aus dem Sekret der oberen Luftwege. Pneumocystis jirovecii Bronchiallavage (5-10 ml), mit Einschränkung auch provoziertes Sputum (PCR). Eine von uns durchgeführte Studie ergab, dass die PCR eine höhere Sensitivität aufweist als die Mikroskopie (Literatur bei uns erhältlich). RS Virus-Nachweis Schnellnachweis mit dem Antigen-Test oder mittels PCR aus dem Nasensekret oder dem Sekret der oberen Luftwege. Die PCR ist sensitiver als der AntigenTest. Influenza-Virus A + B Nachweis mittels Schnelltest oder PCR. PCR-Diagnostik aus dem Sekret der oberen Luftwege, trockene Abstriche verwenden. Neue Grippe (Schweinegrippe, Influenza A/H1N1) Spezifische Influenza A/H1N1-PCR aus Abstrichen der oberen Luftwege, trockene Abstriche verwenden. Vogelgrippe-Virus H5N1 Sekret der oberen Luftwege, PCR-Nachweis. SARS (Schweres Akutes Respiratorisches Syndrom) PCR-Diagnostik aus dem Sekret der oberen Luftwege. Grundsätzlich zwei Proben entnehmen. Tuberkulose und andere Mykobakteriosen siehe Seite 23 Zusätzlich sollte der Verdacht auf eine Nocardiose, Actinomykose oder eine Pilzinfektion extra auf dem Anforderungsblatt vermerkt werden. Zur Diagnostik einer akuten Pneumonie wird außerdem die Abnahme von Blutkulturen (2 Paar) empfohlen. 10 Rachenabstrich, Nasenabstrich, Ohrabstrich Die Proben in Amies-Transportmedium sollen bis zur Abholung gekühlt gelagert werden. Nach neuesten Untersuchungen ist hierbei die Wiederfindungsrate auch empfindlicher Erreger am besten gewährleistet. Gram-positive Kokken (Staphylococcus aureus) Mikroskopie, Gram-Färbung Rachenabstrich Allgemeine Bakteriologie: Mit dem Tupfer die entzündeten Stellen der Tonsillen und der hinteren Rachenwand mit kräftigem Abdrücken abnehmen und in das Transportmedium einführen. Hämolysierende Streptokokken: Abnahme wie bei der allgemeinen Bakteriologie. Antigen Schnelltest möglich. Sollen beide Untersuchungen durchgeführt werden, benötigen wir 2 Tupfer. Verdacht auf Angina Plaut-Vincent: Auf dem Begleitschein extra vermerken. Am besten mit einem 2. Tupfer einen Objektträger ausstreichen und luftgetrocknet einschicken. Verdacht auf Diphtherie: Auf dem Begleitschreiben extra vermerken. Sekret unter der abgehobenen Pseudomembran oder ggf. vom Kehlkopf entnehmen. Labor vorher telefonisch benachrichtigen. Nasenabstrich Unter Sicht von den entzündeten Stellen mit dem Tupfer abnehmen und in das Transportmedium einführen. Der Tupfer ist mit steriler Kochsalzlösung anzufeuchten. Nasopharyngealabstrich bei Verdacht auf Pertussis: Kultur: dünnen Tupfer unter Sicht bis zum Nasopharynx vorschieben, mehrfach drehen und im AmiesTransportmedium einschicken. PCR-Diagnostik: normalen Abstrichtupfer verwenden. (Ca-Alginat hemmt die Polymerasereaktion). Die Sensitivität ist der kulturellen Anlage deutlich überlegen, die Spezifität beträgt 98%. MRSA-Diagnostik: siehe S. 25 Ohrabstriche, Nasennebenhöhlen Tupferabstrich unter Sicht von den Läsionen oder vom Exsudat entnehmen und im Transportmedium einsenden. Spülflüssigkeit wird nativ im sterilen Röhrchen eingesandt. 11 Eiter, Wundabstriche, Gewebe Klinische Angaben Bei Wundinfektionen sollte auf dem Überweisungsschein folgendes vermerkt werden: Staphylococcus aureus Art der Materialentnahme z.B. intraoperativ Art der Wunde: • Chirurgische Wundinfektion • Akute Wundinfektion (Abszesse, traumatische Wunden, nekrotisierende Entzündungen) • Bisswunde • Verbrennungswunden • Decubitus-Wunde • Diabetische Wundinfektionen inclusive Klassifikation nach Armstrong/Wagner (bitte auf Anforderungsschein vermerken) Klassifikation der diabetischen Ulzera nach Wagner und Armstrong Armstrong: / Wagner: Grad Einteilung 0 1 2 3 3 5 A Schwielen oder Narben Oberflächliche Wunden Wunde bis Sehnen/Kapsel Wunde bis Knochen/Gelenk Nekrose Fußteile Nekrose gesamter Fuß B Infektion Infektion Infektion Infektion Infektion Infektion C Ischämie Ischämie Ischämie Ischämie Ischämie Ischämie D Infektion + Ischämie Infektion + Ischämie Infektion + Ischämie Infektion + Ischämie Infektion + Ischämie Infektion + Ischämie Tabelle: Deutsches Ärzteblatt, Jg. 108, Heft 14, 8. April 2011, Seite 234 Kahle, Birgit; Hermanns, Hans-Joachim; Gallenkemper, Georg Evidenzbasierte Therapie chronischer Beinulzera Evidence-Based Treatment of Chronic Leg Ulcers Dtsch Arztebl Int 2011; 108(14): 231-7 DOI: 10.3238/arztebl.2011.0231 MEDIZIN: Übersichtsarbeit Eiter und Flüssigkeiten aus primär sterilen Körperhöhlen (Gelenke, Pleura, Pericard, Peritoneum) Die Punktion muss unter streng aseptischen Kautelen vorgenommen werden. 2 Blutkulturen beimpfen (aerob und anaerob). Genaues Prozedere: siehe Blutkulturen (Seite 3). Ein Teil des Punktates sollte, wenn möglich, nativ eingesandt werden, um eine Mikroskopie durchzuführen. Blutkulturflaschen bis zum Transport bei Raumtemperatur aufbewahren. 12 Sonderfall CAPD Blutkulturen mit je 10 ml Flüssigkeit beimpfen. Erst bei einer Leukozytenzahl von mehr als 100 pro ml CAPD-Flüssigkeit ist eine Bakterienkultur Erfolg versprechend. Zusätzlich empfehlen wir die Entnahme von 2 x 25 ml CAPD-Dialysat in sterilen 30 ml-Röhrchen (entsprechen unseren Sputumröhrchen). Aus dem Nativmaterial werden mittels Zellzählautomaten die Leukozytenzahl und auch der prozentuale Anteil an Eosinophilen untersucht. Staphylococcus aureus Sonderfall periprothetische Infektionen Probenentnahme Strikte Hygiene Bei der Probenentnahme ist vorrangig auf die strikte Einhaltung der hygienischen Anforderungen zu achten. Keine Oberflächenabstriche Biopsien, Punktate Essenziell ist die kulturelle Diagnostik von intraoperativ entnommenem Gewebe, ggf. von Implantatmaterial. Bei klinischem Verdacht auf eine bakterielle Arthritis kann auch Gelenkpunktat eingeschickt werden. Multiple Patientenproben Grundsätzlich sollte so viel Flüssigkeit oder Gewebe wie möglich zur mikrobiologischen Diagnostik eingesandt werden. Eine Untersuchung multipler Materialien aus regionär unterschiedlichen Abschnitten des infizierten Bereichs ist unbedingt anzustreben. In der Regel wird die Entnahme von mindestens 3 – maximal 5 Biopsien empfohlen, um die Sensitivität zu erhöhen und die Unterscheidung zwischen kontaminierenden und pathogenen Isolaten zu ermöglichen. Das Untersuchungsmaterial sollte bereits bei der Entnahme so dimensioniert werden, dass es in gebräuchlichen Transportgefäßen (Port-a-CulTM) transportiert und anschließend homogenisiert werden kann. Gelenkpunktate haben ebenfalls eine hohe Aussagekraft. Sie können direkt in Blutkulturflaschen gegeben werden. (aerob und anaerob 2 x 10 ml) Blutkulturen bei Verdacht auf hämatogene Osteomyelitis Keine Antibiotikatherapie vor Probennahme Der Beginn der antimikrobiellen Therapie sollte - sofern klinisch vertretbar- bis zur Gewinnung adäquaten Untersuchungsmaterials verschoben werden. Falls eine Antibiotikatherapie bereits eingeleitet wurde, sollte möglichst eine 10- bis 14-tägige Therapiepause vor erneuter Probengewinnung erfolgen. Material aus geschlossenen Eiterprozessen Perkutane Punktion des Abszesses möglichst vor einer chirurgischen Eröffnung. Erregerhaltiges Material wird vor allem in den Randbereichen von Eiterungen angetroffen. Material nach Desinfektion mit der Spritze entnehmen und in ein Port-a-CulTM-Röhrchen oder in eine Blutkulturflasche einimpfen. 13 Sonderfall Echinococcus intraop. abgenommenes Untersuchungsmaterial nativ schnellstmöglich einschicken. Vorherige telefonische Anmeldung unbedingt erforderlich. Staphylococcus aureus Offene Wunden Bei offenen Wunden muss zuerst das oberflächliche, evtl. sekundär besiedelte Sekret mit einem sterilen Tupfer entfernt werden. Dann wird vom Grund und aus den Randbezirken der Wunde Material mit einem Tupfer entnommen und im Amies-Transportmedium eingeschickt. Bei trockenen Wunden Tupfer mit steriler NaCl-Lösung anfeuchten. Fistel Bei Fisteln ist zunächst das oberflächlich austretende Sekret zu entfernen und die Fistelöffnung mit Alkohol zu desinfizieren. Dann wird Material aus der Tiefe des Fistelganges entweder mit einem eingeführten dünnen Katheter aspiriert oder mit einer feinen Kürette herausgeschabt. Intraoperativ entnommenes Material Gewebe, Biopsien, Knochenmaterial im Port-a-CulTM-Medium einschicken, bei schnellem Transport ist auch ein Versand mit 1-2 ml steriler 0,9% NaCl-Lösung möglich. Eiter in eine Blutkulturflasche einspritzen. Falls ein Tupfer verwandt wird, soviel Material wie möglich entnehmen. Bei der Diskussion über die Wertigkeit einer quantitativen Anlage einer Gewebebiopsie oder eines Abstrichtupfers aus oberflächlichen oder tieferen Regionen bei Wundinfektionen sind Bowler et al. der Meinung, dass für die Routinemikrobiologie eine qualitative oder semiquantitative Anlage von Abstrichtupfern mit Transportmedium ausreichend ist. Bei besonderen Fragestellungen - z.B. Schließung oder Deckung traumatischer oder chirurgischer Wunden - kann eine quantitative Anlage einer Biopsie diskutiert werden. Bitte vorher Kontakt mit dem Labor aufnehmen. Lagerung und Transport Die Lagerung von Abstrichmaterial soll bei 4 - 8 °C erfolgen. 14 Genitalabstriche Je nach Lokalisation der Genitalinfektion wird beim Mann in erster Linie Urethralsekret, ggf. auch Prostatasekret oder Ejakulat untersucht. Bei der Frau außer Urethral- auch Vaginal- oder Zervixsekret, ggf. auch operativ entnommener Eiter oder Menstrualblut (TBC-Diagnostik). Vaginalabstrich, „clue cell“, Mikroskopie, Gram-Färbung Für die allgemeine Bakteriologie Abstriche mit dem Amies-Transportmedium benutzen, je nach Körperöffnung mit dünnem oder dickem Tupfer. Die Sekrete müssen gezielt aus dem Infektionsbereich, also möglichst ohne Kontamination mit der Normalflora der Genitalschleimhäute gewonnen werden. Mikroskopie: Bakterielle Vaginose Wünschenswert wäre zusätzlich der luftgetrocknete Ausstrich des Vaginalsekretes. Da dies meistens nicht erfolgt, wird von uns zuerst ein mikroskopisches Präparat auf einem sterilen Objektträger angefertigt und nach Nugent, R.P et. al beurteilt. Aufgrund dieser Beurteilung erübrigt sich eine zusätzliche Anlage auf Gardnerella spp. und Anaerobiern. Urethralsekret Am besten morgens noch vor der ersten Miktion abnehmen. Nach vorsichtiger Reinigung der Harnröhrenmündung (siehe auch bei Urin) wird die Harnröhre von hinten nach vorn ausgestrichen und das austretende Sekret mit einem Abstrichtupfer aufgenommen. Erscheint kein Sekret, wird der Tupfer vorsichtig ca. 2 cm in die Urethra vorgeschoben und langsam gedreht. Prostatasekret Nach Reinigung der Harnröhrenmündung wird die Prostata vom Rektum aus massiert und das ausfließende Exprimat im sterilen Gefäß, bei kleineren Mengen mit einem Abstrichtupfer, aufgefangen. Zervix-/Vaginalsekret Wird nach Spekulum-Einstellung gezielt mit einem Abstrichtupfer entnommen (keine Gleitmittel mit antibakteriellen Zusätzen verwenden!). Bei Endometritis-Verdacht sollte ein durch Doppellumen geschützter Abstrich erfolgen, um Kontamination mit der Zervikal- oder Vaginalflora zu vermeiden. 15 Sonderfälle Neisseria gonorrhoeae: Amies Transportmedium, zusätzlich 1-2 Objektträgerausstriche luftgetrocknet, unfixiert und ungefärbt. Eine PCR kann bei uns angefordert werden. Vaginalabstrich, „clue cell“, Mikroskopie, Gram-Färbung Mykoplasmen/Ureaplasmen: Urethralabstriche, Zervix- Vaginalabstriche, Sperma Spezial-Transportmedium anfordern und beimpfen. Trichomonaden: Spezial-Transportbouillon mit Tupfer beimpfen. Treponema pallidum: Mittel der Wahl: Serologie. Chlamydien: Spezialabstriche für Enzym-Immuno-Assays (Mann/Frau). Spezialabstriche für molekularbiologische Nachweisverfahren (PCR, SDA). Die Diagnostik ist auch aus Morgenurin (5 ml) und Ejakulat möglich. Gruppe-B-Streptokokken (Streptococcus agalactiae) Ein Abstrich (Amies-Transportmedium) von der unteren Vagina und Rektum (Abstrich durch Sphinkter Anus einführen). Abnahmezeitpunkt: 35 – 37 SSW im Rahmen des Schwangerschaftsscreening. 16 Urindiagnostik Mittelstrahlurin Um eine korrekte Keimzahl zu ermitteln, sollte die Urinentnahme frühestens 3-5 Stunden nach der letzten Miktion erfolgen; in der Regel ist dies der erste Morgenurin. Escherichia coli Beim Mann: Hände und Vorhaut mit Seife waschen. Vorhaut zurückziehen, Eichel mit milder Seifenlösung waschen, mit frischem Wasser spülen, mit sauberem Tupfer trocknen. Das 1. Urindrittel ablaufen lassen, dann - ohne den Harnstrahl zu unterbrechen - 10 - 20 ml in sterilem Gefäß auffangen. Bei der Frau: Eventuell Hilfsperson erforderlich. Äußeres Genitale und den Damm gründlich mit Seife waschen, mit Wasser abspülen. Nach Spreizen der Labien Urethralmündung und Umgebung mit 3 feuchten sterilen Tupfern reinigen, mit einem vierten sterilen Tupfer trocknen. Weiteres Vorgehen wie beim Mann. Katheterurin Morgens, bzw. frühestens 3-5 Stunden nach der letzten Miktion. Wie beim Mittelstrahlurin gründliche Reinigung der Urethralmündung und Umgebung. 10-20 ml K-Urin in sterilem Gefäß auffangen. Wenn Dauerkatheter liegt (nur in Ausnahmefällen indiziert, z.B. bei alten Patienten oder Querschnittsgelähmten), Urin direkt aus der zuvor desinfizierten Katheterentnahmestelle, nicht aus dem Auffangbeutel, entnehmen. Punktionsurin Blase muss gefüllt sein. Hautoberfläche der suprapubischen Punktionsstelle desinfizieren. 10-20 ml Urin entnehmen und in ein steriles Gefäß füllen. Blasenpunktionsurin besitzt den größten Aussagewert. Unbedingt auf dem Anforderungsblatt vermerken, da jede Keimzahl als diagnostisch signifikant anzusehen ist. Keinen Uricult benutzen. Blasenbilharziose (Schistosoma haematobium) Bei Verdacht auf Blasenegel (Schistosoma haematobium) sind mehrfache Untersuchungen von Sammelurin empfehlenswert. Die Eiausscheidung ist um die Mittagszeit und nach körperlicher Arbeit am höchsten. Falls der Urin nicht innerhalb von 1 bis 2 Stunden untersucht werden kann, 1 ml 37%iges Formalin pro 100 ml Urin zugeben (bitte auf Untersuchungsblatt vermerken). 17 Folgende Transportgefäße kommen in Frage: Urinröhrchen mit Stabilisator (Uri-Stat für 10 ml Nativurin) Die Keimzahl bleibt ca. 48 Stunden konstant. Sollte weniger als 10 ml Urin zu gewinnen sein, bitte die Röhrchen bis zur 10-mlMarkierung mit steriler NaCI-Lösung auffüllen, da es durch eine zu hohe Konzentration des Konservierungsmittels evtl. zu einer Schädigung der Bakterien kommen kann. Dies muss auf dem Überweisungsschein vermerkt werden. Untersuchungsanforderung: pathogene Keime und ggf. Resistenzbestimmung Eintauchnährböden (z.B. Uricult®, Urotube®) Nährböden vollständig mit Urin benetzen. Im Brutschrank - falls vorhanden - bebrüten, bis der Fahrer kommt. Bei der Untersuchung „MRSA-Screening“ keinen Eintauchnährboden verwenden. Untersuchungsanforderung: - pathogene Keime und ggf. Resistenzbestimmung Urinröhrchen ohne Stabilisator 10 ml Urin in sauberem Gefäß (z.B. Urinmonovette) einsenden Für das Sediment grundsätzlich Gefäße ohne Stabilisator verwenden, da Stabilisatoren besonders die Ergebnisse der Durchflußzytometrie verfälschen können. Die Anforderung „Urinstatus“ umfasst die Bestimmung von Leukozyten, Dichte, pH-Wert, Nitrit, Eiweiß, Glucose, Keton, Urobilinogen, Bilirubin, Blut und Haemoglobin mittels Harnteststreifen. Die Untersuchung „Urinsediment“ wird mittels Durchflußzytometrie angefertigt und beinhaltet die Bestimmung von Leukozyten, Erythrozyten, Bakterien, Platten- und Rundepithelien, Zylindern sowie Kristallen. Untersuchungsanforderung: - Urinstatus - Urinsediment 18 Stuhldiagnostik Allgemeine Vorbemerkungen In der Regel sollten 2-3 Stuhlproben eingesendet werden, da hierdurch die Nachweisrate darmpathogener Erreger deutlich zunimmt. Es sollten 3-8 ml Stuhl (entspricht 2-3 Enterobius vermicularis Löffelchen) pro Probe eingeschickt werden. Bei der Anforderung „pathogene Keime“ erfolgt bei uns routinemäßig die Anlage auf Salmonellen, Shigellen, Yersinien und Campylobacter. Bei bereits bekannten Salmonellenausscheidern bitte auf dem Überweisungsschein „Salmonellenkontrolle“ oder „bekannte Salmonelle bzw. Shigelle etc.“ vermerken. Es wird dann nur noch die entsprechende Anlage durchgeführt. Wenn Sie gezielt Verdacht auf eine Yersinieninfektion haben, bitte dies auf dem Anforderungsschein vermerken, es wird zusätzlich eine spezielle Anreicherungskultur angelegt. A Bakterielle Erreger und deren Toxine Salmonellen Bei Gastroenteritis Nativstuhl im Stuhlröhrchen oder Stuhlabstrich im Amies-Transportmedium. Bei Verdacht auf Typhus und Paratyphus ist die kulturelle Untersuchung von Stuhl erst im Spätstadium der Erkrankung Erfolg versprechend. Im Frühstadium Blutkulturen abnehmen. Shigellen Stuhlabstrich im Amies-Transportmedium. Bei längerem Transport ist die Anzüchtungsrate von Shigellen aus dem Transportmedium besser als im Nativstuhl. Yersinien Nativstuhl im Stuhlröhrchen oder Stuhlabstrich im Amies-Transportmedium. Campylobacter spp. Stuhlabstrich im Amies-Transportmedium oder Nativstuhl im Stuhlröhrchen. Für den Antigennachweis mittels ELISA ist Nativstuhl erforderlich. Enterohämorrhagische E.coli (EHEC), Verotoxin-Nachweis Nativstuhl im Stuhlröhrchen. Der Verotoxin-Nachweis erfolgt mittels einer PCR. Dyspepsie-Coli/EPEC Nativstuhl im Stuhlröhrchen oder Stuhlabstrich im Amies-Transportmedium. Bei Kindern bis 2 Jahren erfolgt automatisch die Anlage auf Salmonellen, Shigellen, Yersinien, Campylobacter, Dyspepsie-coli und S. aureus. 19 Clostridium difficile Clostridium difficile Toxin A + B Nativstuhl, 4 °C Der Nachweis erfolgt mittels ELISA. Die Untersuchungsdauer beträgt ca. 3 Stunden. Clostridium difficile-Kultur Nativstuhl, bei 4 °C gelagert. Kulturelle Anzucht Untersuchungsdauer 2 bis 3 Tage. Enterobius vermicularis Clostridium difficile – Toxin-Gen mittels PCR. Clostridium perfringens-Toxin Nativstuhl, tiefgefroren Helicobacter pylori Nativstuhl im Stuhlröhrchen, Nachweis mittels EIA. Dieser Test ist neben endoskopischen Methoden zur Erstdiagnostik und zur Therapiekontrolle geeignet. Für die H.p.-Anzucht mit Antibiogramm muss eine Magen- bzw. Duodenalbiopsie im Spezialtransportmedium eingeschickt werden. Transportmedien bestellen unter Tel.: 030/890645-22 oder -41 Außerdem kann eine PCR auf Helicobacter pylori und die Resistenz auf Clarithromycin und Ciprofloxacin durchgeführt werden. Cholera (Vibrio cholerae) Stuhlabstrich (auch Rektalabstrich) im Transportmedium empfohlen. Evtl. vorher im Labor anrufen. Aeromonas, Plesiomonas (Vibrio spp., Pseudomonas spp.) Nativstuhl im Stuhlröhrchen oder Stuhlabstrich im Amies-Transportmedium. Listeria monocytogenes Nativstuhl im Stuhlröhrchen oder Stuhlabstrich im Amies-Transportmedium. S. aureus, B.cereus und deren Toxine Bei Nahrungsmittelvergiftungen mit entsprechend kontaminierten Speisen gelingt die Anzüchtung dieser Erreger seltener aus dem Stuhl. Nahrungsmittelproben oder Erbrochenes sind zum Nachweis der Erreger und der Toxine besser geeignet. B Virale Erreger Rota-Virus Nativstuhl, der Virusnachweis erfolgt mit einem EIA/Antigennachweis. Adeno-Virus Nativstuhl, der Virusnachweis erfolgt mit einem EIA/Antigennachweis. Noro-Virus Nativstuhl, der Virusnachweis erfolgt mittels ELISA oder PCR. Die PCR ist wesentlich sensitiver als der ELISA. 20 C Parasiten Würmer/Wurmeier Nativstuhl, da ein Anreicherungsverfahren (SAF) durchgeführt wird, oder Stuhl in SAFMedium einschicken. Ausnahme: Oxyuren = Tesafilm-Abklatschpräparat Enterobius vermicularis Lamblien/Amöben Nativstuhl, Duodenalaspirat für Lamblien Durchführung eines EIAs für jeden Erreger Mikroskopie, SAF-Anreicherung Cryptosporidien Nativstuhl Mikroskopischer Nachweis mittels Spezialfärbung Microsporidien Nativstuhl Mikroskopischer Nachweis mittels Spezialfärbung Echinococcus siehe Seite 14 D Pilze Nativstuhl, von ca. 10 verschiedenen Stellen eine kleine (!) Probe entnehmen, in einem Röhrchen verschicken. E Dysbiose / Physiologische Stuhlflora 2-3 g Stuhl (2-3 Löffelchen): es erfolgt eine semiquantitative Angabe über die wichtigsten im Darm vorkommenden Bakterien, einschließlich der Angabe fakultativ pathogener Erreger. Eingeschlossen ist immer eine Anlage auf Salmonellen, Shigellen, Yersinien und Campylobacter. Folgende Bakterien werden neben den darmpathogenen Keimen befundet: Klebsiella, Pseudomonas, Enterokokken, grampositive Anaerobier, gramnegative Anaerobier , E.coli, hämolysierende E.coli, Proteus, Pilze Sonstige Erreger Für folgende Erregernachweise bitten wir um telefonische Rücksprache: Enteroaggregativer Escherichia coli (EaggEC), Enterotoxinogener Escherichia coli (ETEC), Enteroinvasiver Escherichia coli (EIEC). 21 Tuberkulose / Mykobakteriosen Die Untersuchung wird in Heidelberg durchgeführt Aufgrund der zum Teil sehr variablen Keimzahl im Untersuchungsmaterial sollten – wenn irgendmöglich - mindestens 3 Proben von drei verschiedenen Tagen untersucht werden. Identifizierung Mykobakterien mittels Hybridisierung Sputum, Trachealsekret, Bronchialsekret Mindestens 2 ml nativ im Sputumröhrchen für die TBC-Diagnostik einschicken. Bei weniger als 1,5 ml wird von uns nur ein mikroskopisches Präparat angefertigt. Zur besseren Aussagefähigkeit und Diagnosesicherung 3 x Morgensputum bei Verdacht auf eine frische Infektion einsenden. Den Mund vorher mit abgekochtem Wasser oder Tee spülen. Kein frisches Leitungswasser nehmen, da viele Wasserproben mit M.xenopi oder M.gordonae kontaminiert sind. Eiter, Wundabstriche Soviel Eiter wie möglich abnehmen und nativ einschicken. Notfalls können auch Wundabstriche im AmiesTransportmedium eingeschickt werden. Gewebe Im sterilen Röhrchen nativ einschicken, mit etwas steriler 0,9%iger NaCI-Lösung (1 ml) befeuchten. Punktate (Pleura, Pericard, Liquor, Gelenke) Unbedingt nativ in einem sterilen Röhrchen einschicken, nicht in Blutkulturflaschen einimpfen. Urin 3 x Morgenurin 30 - 50 ml einschicken, 1. Portion, kein Mittelstrahlurin. Magensaft Magensaft ist nur nötig, wenn kein Sputum gewonnen werden kann. Dazu bei uns Spezialröhrchen anfordern, damit die Magensäure abgepuffert wird. Sepsisverdacht Bei HIV-Patienten (M.avium, M.tuberculosis) 5-10 ml EDTA-Blut oder Citrat-Blut abnehmen und in der Spritze (ohne Kanüle) verschicken, nicht in eine Blutkulturflasche einspritzen. Unbedingt im Fieberanstieg/Fieberschub abnehmen. Dieses Vorgehen ist auch beim seltenen Verdacht einer M.tuberculosis-Generalisation bei immunkompetenten Patienten geeignet. Aus allen Materialien kann neben der kulturellen Anlage auch eine PCR direkt durchgeführt werden (siehe gesondertes Informationsblatt). Der molekularbiologische Nachweis für Isoniazid- und Rifampicin-Resistenz kann von der Kultur bei dringlicher Fragestellung durchgeführt werden. Bei mikroskopisch positiven Material kann dieser Test auch direkt vom Originalmaterial eingesetzt werden. Blut bei Raumtemperatur oder im Brutschrank lagern, alle anderen TBC-Materialien bei 4 - 8 °C bis zum Transport lagern. 23 Pilzdiagnostik Für die mykologische Diagnostik ist es wichtig, dass ausreichend Material aus den betroffenen Arealen entnommen wird. Für die Untersuchung auf Pilze, besonders Hefepilze und Candida sp., Mikroskopie, Gram-Färbung Fadenpilze, sind folgende Materialien geeignet: Blutkulturen, Eiter, Exsudate, Drainagen, Gewebeproben, Mundspülwasser, Sputum, bronchoalveoläre Lavage, Urin sowie Urogenitalabstriche. Eine Empfindlichkeitsprüfung für die meisten gängigen Antimykotika erfolgt aus primär sterilen Materialien routinemäßig, aus primär unsterilen Materialien nur bei gesonderter Anforderung. Folgende Medikamente werden getestet: Flucytosin, Amphotericin B, Fluconazol, Itraconazol und Voriconazol. Pilzinfektionen der Haut und Hautanhangsgebilde Abstriche sind i. d. R. zum Nachweis von Dermatophyten wenig geeignet. Hefepilze sind allerdings auch aus Abstrichmaterialien anzüchtbar. Materialabnahme von der Haut: Mykoseverdächtige Areale mit Mulltupfer (keine Watte) und 70%igem Ethanol desinfizieren. Alle Auflagerungen entfernen. Mit Skalpell oder scharfem Löffel vom Rand des Herdes 20 - 30 Schüppchen ablösen und in steriles Behältnis ohne Medium geben. Materialabnahme vom Nagel Reinigung mit 70%igem Ethanol (gründlich, Entfernung aller bröckeligen Teile). Mit sterilem Skalpell oder scharfem Löffel Material aus der Nagelplatte (Rand der Läsion) und ggf. von den subungualen Hyperkeratosen ablösen und in steriler Petrischale oder sterilem Röhrchen einsenden. Materialabnahme bei Haarbefall Mit 70%igem Ethanol Krusten und Schuppen entfernen. Einige besonders auffällige Haarstümpfe mit Haarwurzel mit Epilationspinzette entnehmen. Die Haare zwischen zwei sterilen Glasobjektträgern in steriler Petrischale oder anderem Behältnis transportieren. 24 MRE – Diagnostik (Multiresistente Erreger) MRSA- Screening Im Rahmen eines Aufnahmescreenings bei Patienten mit Risikofaktoren für eine MRSA-Besiedlung soll ein MRSAScreening angefordert werden. Dies kann mittels MRSAPCR-Schnelltest oder kulturell erfolgen. Zeitbedarf MRSA-PCR-Schnelltest: 2-3 Stunden Zeitbedarf Kultur: 1-2 Tage PCR-Test mit anschließender Hybridisierung zum Nachweis Von MRSA Risikofaktoren für eine MRSA-Besiedlung sind laut Robert-Koch-Institut (2008) • • • • • Patienten mit bekannter MRSA-Anamnese Patienten mit Kontakt zu MRSA-Trägern Patienten mit stationärem Krankenhausaufenthalt (länger als 3 Tage) innerhalb der letzten 12 Monate Patienten mit mindestens 2 der folgenden Risikofaktoren Chronische Pflegebedürftigkeit liegende Katheter Dialysepflichtigkeit Hautulcus / Gangrän /chronische Wunden / tiefe Weichteilinfektionen oder Brandverletzung Antibiotikatherapie in den letzten 12 Monaten Patienten aus Regionen / Einrichtungen mit bekannt hoher MRSA-Prävalenz Patienten mit direktem Kontakt zu Tieren in der Tiermast (Schweine) Zum Nachweis ist ein befeuchteter Nasenabstrich / Rachenabstrich und ggf. Wundabstrich abzunehmen. Den Abstrich nur an der äußeren Nasenöffnung unter Drehen entnehmen, am Übergang von äußerer Haut zur Schleimhaut. Unter laufender antibiotischer Therapie abgenommene Abstriche können u. U. falsch negativ ausfallen. Die Kontrollen nach MRSA-Dekontamination erfolgen mittels klassischer kultureller Untersuchung (Anforderung: MRSA-Screening). VRE-Screening Bei Verdacht auf eine VRE (Vancomycin resistente Enterokokken) –Besiedlung ist ein Rektalabstrich zu empfehlen, ggf. Wundabstriche. Daneben gibt es noch die Bezeichnung GRE (Glycopeptid resistente Enterokokken; Glycopeptide: Vancomycin, Teicoplanin). 25 Multiresistente gramnegative Erreger 3. Generations-Cephalosporin-resistente Enterobakterien einschließlich ESBL (E.coli, Klebsiellen, Proteus, Citrobacter, Enterobacter u. a. m.) mit/ohne Chinolonresistenz, mit/ohne Carbanemresistenz Rektalabstriche, gegebenenfalls Wundabstriche, evtl. auch eine Urinprobe. PCR-Test mit anschließender Hybridisierung zum Nachweis Von MRSA Multiresistente Acinetobacter baumannii und Pseudomonas aeruginosa – Stämme Es gibt derzeit keine speziellen Empfehlungen für das Screening. Geeignet sind Sekrete der oberen Luftwege, Wundabstriche, Urinprobe oder Hautabstriche. 26 Molekularbiologische Diagnostik Standort Heidelberg 1. Pneumonie-Erreger DNA-Nachweis mittels Hybridisierung Erreger Methode Geeignetes Material Chlamydia pneumoniae PCR Chlamydia trachomatis SDA Cytomegalie-Virus (pulmonal) PCR Legionella pneumophila PCR Mycobacterium tuberculosis SDA, PCR Mycobacterium spp. PCR Mycoplasma pneumoniae PCR Pneumocystis jirovecii PCR Respiratory Syncytial Virus (RSV) PCR Rachenabstrich, Nasen-Rachen-Spülflüssigkeit Influenza A + B Virus incl. Neue Grippe (Schweinegrippe, Influenza A/H1N1) PCR Rachenabstrich, Nasen-Rachen-Spülflüssigkeit, Sputum, Bronchial-/ Trachealsekret Vogelgrippe-Virus H5N1 PCR Rachenabstrich, Nasen-Rachen-Spülflüssigkeit, Sputum, Bronchial-/ Trachealsekret Bronchiallavage, Sputum, Bronchial-/ Trachealsekret Absaugsekret (nur bei Neugeborenen!) Bronchiallavage, Sputum, Bronchial-/ Trachealsekret Bronchiallavage, Sputum, Bronchial-/ Trachealsekret Bronchiallavage, Sputum, Bronchial-/ Trachealsekret Bronchiallavage, Sputum, Bronchial-/ Trachealsekret Bronchiallavage, Sputum, Bronchial-/ Trachealsekret Bronchiallavage, Sputum, Bronchial-/ Trachealsekret 2. Gastroenteritis-Erreger Erreger Escherichia coli (EHEC) Verotoxin-Nachweis Helicobacter pylori (Clarithromycin Resistenz) Noroviren Methode Geeignetes Material PCR Isolat, Stuhl PCR Biopsie, Magensaft RT-PCR Stuhl, Erbrochenes 27 DNA-Nachweis mittels Hybridisierung 3. Meningitis-Erreger Standort Heidelberg Erreger Methode Geeignetes Material Candida albicans Cryptococcus neoformans Listeria monocytogenes Meningokokken Mycobacterium tuberculosis Mycoplasma pneumoniae Tropheryma whipplei PCR PCR PCR PCR SDA, PCR PCR PCR Liquor Liquor Liquor Liquor Liquor Liquor Liquor 4. Urogenitale Erreger Standort Berlin / Heidelberg Erreger Methode Geeignetes Material Chlamydia trachomatis SDA Urin, Ejakulat, Genitalabstriche, Punktate Mycobactenum tuberculosis SDA Berlin SDA/PCR Neisseria gonorrhoeae Urin, Ejakulat, Genitalabstriche, Punktate Ejakulat, Genitalabstriche, Punktate Berlin/ Heidelberg Mycoplasma hominis PCR Urin, Ejakulat, Genitalabstriche, Punktate Mycoplasma genitalium PCR Urin, Ejakulat, Genitalabstriche, Punktate Ureaplasma urealyticum PCR Urin, Ejakulat, Genitalabstriche, Punktate 5. Mykobakterien Standort Heidelberg Erreger Mycobacterium tuberculosis Mycobacterium tuberculosis- Komplex (Differenzierung) Mycobacterium spp. Mycobacterium spp. (Differenzierung) Mycobacterium tuberculosis PCR: SDA: Methode Geeignetes Material SDA, PCR Sputum, Bronchiallavage, Bronchial-/ Trachealsekret, Pleurapunktat, Magensaft, Urin, Liquor, Gewebe, EDTA-Blut (bei Generalisierung) Hybridisierung Kultur-Isolat PCR EDTA-Blut, Gewebe (u. a. primär steriles Material) Hybridisierung Kultur-Isolat Hybridisierung Kultur-Isolat (Resistenz Isoniazid und Rifampicin) Polymerase chain reaction Strand displacement amplification 28 6. Sonstige Erreger Standort Heidelberg DNA-Nachweis mittels Hybridisierung Erreger Methode Geeignetes Material Bacillus anthracis PCR Kultur-Isolat Bordetella pertussis PCR Candida albicans PCR Nasen-/ Rachenabstrich, Nasopharyngealsekret EDTA-Blut Corynebacterium diphtheriae- Toxin PCR Kultur-Isolat, (Abstrich) Enterococcus spp. (GRE) PCR Kultur-Isolat MRSA mecA-Gen MRSA SCC mec-Gen Pilze (zur Differenzierung durch Sequenzanalyse) Staphylococcus aureus (TSS-Toxin-Nachweis) Staphylococcus aureus (Panton-Valentin-Leukozidin, LUK F/S-Gen Tropheryma whipplei PCR, Hybridisierung Kultur-Isolat Direktnachweis aus Abstrichen PCR Kultur-Isolat PCR Abstrich, Kultur-Isolat PCR Kultur-Isolat PCR Darmbiopsie / Liquor Sequenzanalysen von Bakterien werden in Zusammenarbeit mit der Abteilung für Infektionsserologie durchgeführt. 29 Antibiogramme allgemeine Hinweise Empfindlichkeitsprüfungen sind erforderlich bei Infektionen mit Staphylokokken, Enterokokken, Enterobakterien, Pseudomonaden und anderen Nonfermentern sowie Resistenzprüfung, Agardiffusionstest bei Mykobakterien. Besonders wichtig sind diese Prüfungen bei Sepsis, Meningitis, Endokarditis und Osteomyelitis, bei nosokomialen und chronischen Infektionen, bei Erregerwechsel unter der Therapie sowie bei ausbleibendem Therapieerfolg. Die Erstellung des Antibiogramms erfolgt als quantitative Mikrodilutionsmethode und basiert auf der Bestimmung der minimalen Hemmkonzentration (MHK). Zur klinischen Interpretation wird die ermittelte MHK dem mikrobiologischen Wirkprofil, der Kinetik, Toxikologie und klinischen Wirksamkeit des Antibiotikums gegenübergestellt. Daraus ergibt sich die Eingruppierung in Empfindlichkeitsbereiche. sensibel = empfindlich: Therapieerfolg zu erwarten mit üblicher Dosierung bei geeigneter Indikation. intermediär = mäßig empfindlich: Therapieerfolg nur bedingt zu erwarten unter Berücksichtigung spezieller Kriterien (Infektionslokalisation, medizinisch vertretbare Höchstdosierung u.a.). resistent = unempfindlich: Therapieerfolg nicht zu erwarten, auch nicht mit zugelassener Höchstdosierung. Die von uns routinemäßig getesteten Antibiotika bei den verschiedenen Erregergruppen sind auf der nächsten Seite genannt. 30 Liste der regelmäßig getesteten Antibiotika* *Auf gesonderte Anforderung: Ertapenem, Daptomycin, Doripenem Automatisierte Empfindlichkeitsprüfung grampositive Keime Penicillin Flucloxacillin Erythromycin Roxythromycin Azithromycin Clarithromycin Clindamycin Vancomycin Teicoplanin Linezolid Fusidinsäure Ampicillin Ampicillin/Sulbactam Amoxicillin/Clavulansäure Mezlocillin Piperacillin Piperacillin/Tazobactam Imipenem Meropenem Cefazolin Cefaclor Cefuroxim Cefotiam Gentamicin Tobramycin Enterobacteriaceae/Pseudomonaden u. a. Nonfermenter Ampicillin Ampicillin/Sulbactam Amoxicillin/Clavulansäure Mezlocillin Piperacillin Piperacillin/Tazobactam Imipenem Meropenem Cefazolin Cefaclor Cefuroxim Cefuroxim-Axetil Cefotiam Cefotaxim Ceftriaxon Cefixim Cefpodoxim Ceftazidim Cefepim Gentamicin Tobramycin Handelspräparate versch. Präparate Staphylex u.a.P. versch. Präparate Rulid Zithromax Klacid Sobelin Vancomycin Targocid Zyvoxid Fucidine Binotal u.a.P. Unacid Augmentan Baypen Pipril Tazobac Zienam Meronem Gramaxin u.a.P. Panoral Zinacef u.a.P. Elobact, Zinnat Spizef Claforan Rocephin Cephoral Orelox,Podomexef Fortum Maxipime Refobacin u.a.P. Gernebcin Gentamicin Hochresistenz Levofloxacin Moxifloxacin Ciprofloxacin Doxycyclin Cotrimoxazol Fosfomycin Rifampicin Tigecyclin Levofloxacin Moxifloxacin Ciprofloxacin Doxycyclin Cotrimoxazol Tigecyclin Aztreonam Tavanic Avalox Ciprobay versch. Präparate versch. Präparate Fosfocin Rifa u.a.P. Tigacyl Azactam 31 Liste der getesteten Antimykotika Automatisierte Empfindlichkeitsprüfung Stoffgruppe Handelsname Polyene Amphtotericin B Ambisome® Trockensubstanz Azole Fluconazol Diflucan®, Fungata® u.a.m. Voriconazol Vfend®, Pyrimidin Flucytosin Ancotil® Weitere Antimykotika auf Anforderung 32 Austestung spezieller Resistenzmechanismen Resistenztestung, ESBL-Nachweis Beta-Laktamase bei Staphylokokken, Haemophilus spp. und Moraxella spp. Es wird getestet, ob ein Isolat eine Beta-Laktamase produziert. Die Penicilline Penicillin, Ampicillin, Mezlocillin und Piperacillin werden durch diese Beta-Laktamasen unwirksam gemacht. Beta-Laktamasen mit erweitertem Spektrum (ESBL /AmpC) Diese Resistenzmechanismen beinhalten eine Resistenz von Penicillinen einschließlich ihrer Inhibitor-Derivate und von allen therapeutisch einsetzbaren Cephalosporinen. Dieser Resistenzmechanismus wird bei E.coli, Klebsiella spp., P.mirabilis aber auch bei anderen gramnegativen Stäbchen gefunden. Wir benutzten spezielle Methoden, um diese Resistenzen zu detektieren. Metallo-Beta-Laktamasen Pseudomonas spp. und Acinetobacter spp. Der Nachweis führt zu einer Resistenz aller Beta-LaktamAntibiotika einschließlich der Carbapeneme. Oxacillin-Resistenz von Staphylokokken Durch ein verändertes Penicillin-Bindeprotein PBP 2a (kodiert durch das mecA-Gen) wird eine verminderte Affinität zu Oxacillin eingeleitet. Diese Resistenz beinhaltet ebenfalls eine Resistenz gegen alle Beta-Laktam-Antibiotika. Wir verwenden stets zwei Methoden zur Detektion, bei Zweifelsfällen finden zusätzliche Untersuchungen Anwendung (z. B. molekularbiologischer Nachweis des mecA-Gens). Veränderte Vancomycin-Empfindlichkeit von Staphylokokken Durch Verdickung der Wandstruktur kann bei Staphylokokken eine verminderte Vancomycin und/oder TeicoplaninEmpfindlichkeit festgestellt werden. Auch hier sind spezielle Techniken zur Austestung nötig. Vancomycin-Resistenz von Enterokokken Durch zwei Methoden wird dieser Resistenzmechanismus abgeklärt, zusätzlich wird eine genaue biochemische Identifizierung der Enterokokken-Species vorgenommen. Falls nötig, zusätzliche molekularbiologische Bestimmung des VanA-, VanB- und VanC-Gens. 33 Lagerung von Untersuchungsmaterialien bis zur Abholung Kühlschrank Abstrich im Transportmedium Tracheal-, Bronchialsekret Bronchial-Lavagen Sputum Blutkulturen Raumtemperatur Brutschrank „vorbebrütet“ auf Flasche schreiben Liquor in Blutkulturflasche Uricult Urin Stuhl: path. Keime + Viren Stuhl: Clostr. diff.-GDH-Test Toxin A + B Clostr. diff.-Kultur Biopsien 34 36 Literaturverzeichnis MiQ 2, 2005 Gatermann S, Fünfstück R, Handrick W, Leitriz L, Mauch H, Naber KG, Podbielski A, Podschun R, Schmidt H, Sester U, Straube E, Wittke JW. Harnwegsinfektionen MiQ 3a, 2007 Seifert H, Abele-Horn M, Fätkenheuer G, Glück T, Jansen B, Kern WV, Mack D, Plum G, Reinert RR, Roos R, Teil I (a), Teil II (b) 2. Auflage MiQ 3b, 2007 2. Auflage Salzberger B, Shah PM, Ullmann U, Weiß M, Welte T, Wisplinghoff H Blutkulturdiagnostik - Sepsis, Endokarditis, Kathederinfektionen Teil I, Teil II . MiQ 4, 1998 Janitschke K, Kimmig P, Seitz HM, Frosch M, Groß U, Hlobil H, Reiter-Owona I. Parasitosen MiQ 5, 2010 Richter E, Beer J, Diel R, Beer J, Hillemann D, Hoffmann H, Klotz M, Mauch H, Rüsch-Gerdes S. Tuberkulose, Mykobakteriose MiQ 6, 1999 Kühnen E, Fischer R, Hartinger A, Heuck D, Oettinger W, Schmid E, Schumacher U, Wagner J. Infektionen der Haut und der subkutanen Weichteile MiQ 7, 1999 Mauch H, Wagner J, Marklein G, Kühnen E, Albert S, Schuster L, Freidank H, Molitor E, Müller K-D, Kästli K, Stetzelberg H, Hampl W, Rath P-M, Reinert RR. Infektionen der tiefen Atemwege Teil I MiQ 8, 1999 Mauch H, Wagner J, Marklein G, Kühnen E, Albert S, Schuster L, Freidank H, Molitor E, Müller K-D, Kästli K, Stetzelberg H, Hampl W, Rath P-M, Reinert RR. Infektionen der tiefen Atemwege Teil II MiQ 9, 2000 Kist M, Bockemühl J, Aleksic S, Altwegg M, Autenrieth IB, Bär W, Beutin L, Gerten B, Heintschel von Heinegg E, Karch H, Lehmacher A, Mehnert F, Sonnenborn U, Tschäpe H, v. Eichel-Streiber Chr. Infektionen des Darmes MiQ 10, 2011 Abele-Horn M, Blenk H, Clad A, Elias J, Essig A, Groß U, Haase G, Hagedorn J, Hof H, Hoyme UB, Jacobs E, Korn K, Mauch H, Naber K, Spellerberg B, Wagenlehner F, Weißbrich B, Wirbelauer J. Genitalinfektionen Teil I Infektionen des weiblichen und männlichen Genitaltrakts 37 MiQ 11a, 2011 Abele-Horn M, Blenk H, Clad A, Elias J, Essig A, Groß U, Haase G, Hagedorn J, Hof H, Hoyme UB, Jacobs E, Korn K, Mauch H, Naber K, Spellerberg B, Wagenlehner F, Weißbrich B, Wirbelauer J. Genitalinfektionen Teil II Infektionserreger: Bakterien MiQ 11b, 2011 Abele-Horn M, Blenk H, Clad A, Elias J, Essig A, Groß U, Haase G, Hagedorn J, Hof H, Hoyme UB, Jacobs E, Korn K, Mauch H, Naber K, Spellerberg B, Wagenlehner F, Weißbrich B, Wirbelauer J. Genitalinfektionen Teil II Infektionserreger: Parasiten, Viren MiQ 12, 2000 Wilske B, Zöller L, Brade V, Eiffert H, Göbel UB, Stanek G. unter Mitarbeit von Pfister HW. Lyme-Borreliose MiQ 13a, 2010 Podbielski A, Berger A, Dommerichs S, Donat M, Frickmann H, Hampl W, Hermann M, Lang H, Luckhaupt H, Riffelmann M, Sing A, Spar A, Vogel U, Wirsing von König C. Infektionen des Mundes und der oberen Atemwege Teil I MiQ 13b, 2010 Podbielski A, Berger A, Dommerichs S, Donat M, Frickmann H, Hampl W, Hermann M, Lang H, Luckhaupt H, Riffelmann M, Sing A, Spar A, Vogel U, Wirsing von König C. Infektionen des Mundes und der oberen Atemwege Teil II MiQ 14, 2001 Haase G, Borg-von Zepelin M, Bernhardt H, Fegeler W, Harmsen D, Kappe R, Korting HC, Kuijpers A, Rüchel R, Schaller M, Schmalreck A, Seebacher C, Tintelnot K. Pilzinfektionen Teil I Präanalytik, Analytik MiQ 15, 2001 Haase G, Borg-von Zepelin M,Bernhardt H, Fegeler W, Harmsen D, Kappe R, Korting HC, Kuijpers A, Rüchel R, Schaller M, Schmalreck A, Seebacher C, Tintelnot K. Pilzinfektionen Teil II Spezielle Pilzdiagnostik MiQ 16, 2001 Hagedorn H-J. Syphillis MiQ 17,2001 Kniehl E, Dörries R, Geiss HK, Matz B, Neumann-Häfelin D, Pfister H-W, Prange H, Schlüter D, Spellerberg B, Spencker FB. Infektionen des Zentralnervensystems MiQ 18,19 2004 Herrmann M, Becker K, von Eiff C, Fegeler W, Frommelt L, Gärtner B, Geipel U, Heppert V, Leitritz L, Podbielski A, Schmitt E, Seifert H. Infektionen der Knochen und des Knorpels, Teil I, Teil II 38 MiQ 20, 2005 Essig A, Wellinghausen N, von Baum H, Brax E, Spellerberg B, Kimmig P. Sicherheit im mikrobiologischdiagnostischen Labor Teil I: Laborinfektionen – Gesetzliche Regelungen - Sicherheitsmanagement MiQ 21, 2005 Essig A, Wellinghausen N, von Baum H, Brax E, Spellerberg B, Kimmig P. Sicherheit im mikrobiologisch-diagnostischen Labor Teil II: Räumlichkeiten – Transport und Versand – Erste Hilfe MiQ 22, 2005 Trautmann M, Christiansen B, Häfner H, Lemmen S, Martiny H, Okpara-Hofmann J, Regnath T, Synowzik I, Thomsen J, Wendt C, Zeller E. Krankenhaushygienische Untersuchungen, Teil I MiQ 23, 2005 Trautmann H, Christiansen B, Häfner H, Lemmen S, Martiny H, Okpara-Hofmann J, Regnath T, Synowzik I, Thomsen J, Wendt C, Zeller E. Krankenhaushygienische Untersuchungen, Teil II MiQ 24, 2006 Hogardt M, Häußler S, Balke B, Kahl BC, Schmoldt S, Leitritz L, Jäger G, Kappler M, Suerbaum S, Heesemann J. Atemwegsinfektionen bei Mukoviszidose MiQ 25, 2006 Schaefer S, Arvand M, Gärtner B, Jilg W, Lafrenz M, Leitritz L, Modrow S, Müller-Lantzsch N, Podbielski A, Roggendorf M, Roß S, Schönberg A, Trautwein Ch, Gerlich WH. Diagnostik von Infektionen der Leber MiQ 26, 2008 Kekulé AS, Al Dahouk S, Bartling C, Beyer W, Dobler G, Fleischer B, Frangoulidis D, Hagen RM, Henning K, Kimmig P, Meyer H, Neubauer H, Oehme A, Pfeffer M, Podbielski A, Rakin A, Sachse K, Schmitz H, Splettstoesser WD, Sprague LD, Tomaso H, Wagner-Wiening Ch, Wölfel R, Zimmermann P. Hochpathogene Erreger – Biologische Kampfstoffe, Teil I MiQ 27, 2008 Kekulé AS, Al Dahouk S, Bartling C, Beyer W, Dobler G, Fleischer B, Frangoulidis D, Hagen RM, Henning K, Kimmig P, Meyer H, Neubauer H, Oehme A, Pfeffer M, Podbielski A, Rakin A, Sachse K, Schmitz H, Splettstoesser WD, Sprague LD, Tomaso H, Wagner-Wiening Ch, Wölfel R, Zimmermann P. Hochpathogene Erreger – Biologische Kampfstoffe, Teil II MiQ 28, 2008 Kekulé AS, Al Dahouk S, Bartling C, Beyer W, Dobler G, Fleischer B, Frangoulidis D, Hagen RM, Henning K, Kimmig P, Meyer H, Neubauer H, Oehme A, Pfeffer M, Podbielski A, Rakin A, Sachse K, Schmitz H, Splettstoesser WD, Sprague LD, Tomaso H, Wagner-Wiening Ch, Wölfel R, Zimmermann P. Hochpathogene Erreger – Biologische Kampfstoffe, Teil III 39 MiQ 29, 2008 Kekulé AS, Al Dahouk S, Bartling C, Beyer W, Dobler G, Fleischer B, Frangoulidis D, Hagen RM, Henning K, Kimmig P, Meyer H, Neubauer H, Oehme A, Pfeffer M, Podbielski A, Rakin A, Sachse K, Schmitz H, Splettstoesser WD, Sprague LD, Tomaso H, WagnerWiening Ch, Wölfel R, Zimmermann P. Hochpathogene Erreger – Biologische Kampfstoffe, Teil IV MiQ 30, 2009 Schoerner Christoph (Obmann), Abele-Horn Marianne, Albert Frauke, Haase Gerhard, Leitritz Lorenz, Rabenau Holger F. Qualitätsmanagement im Medizinisch-mikrobiologischen Laboratorium Cumitech 2C: Coordinating Editor: Sharp E. Laboratory Diagnosis of Urinary Tract Infections, March 2009 Cumitech 12A: Coordinating Editor: Nolte FS Laboratory Diagnosis of Bacterial Diarrhea, April 1992 Cumitech 1C: Weinstein MP, Dunne WM, Yagupsky P. Coordinating Editor: Baron EJ Blood Cultures IV, 2005 Bowler PG, Duerden BI, Armstrong DG. 2001 Wound Microbiology and Associated Approaches to Wound Management Clin Microbiol Rev 14:244-269 Garcia LS (ed) Clinical Microbiology Procedures Handbook, 3rd Edition ASM Press, Washington D. C., May 2010 Nugent RP, Kohn MA, Hilier SL. 1991 Reliability of Diagnosing Bacterial Vaginosis is Improved by a Standardized Method of Gram Stain Interpretation J Clin Microbiol 29:297-301 Versalovic J, Caroll KC, Funke G, Jorgenson JH, Landry ML, Warnock, DW (ed). Manual of Clinical Microbiology, 8th Edition, 10th Edition American Society for Microbiology, 2011 Neumeister B, Geiss HK, Braun RW, Kimmig P. Mikrobiologische Diagnostik Thieme Verlag 2009 Seebacher C, Brasch J, Abeck D, Cornely O, Effendy I, Ginter-Hanselmayer G, Haake N, Hamm G, Hipler UC, Hof H, Korting H-C, Mayser P, Ruhnke M. Schlacke KH, Tietz HJ. Onychomycosis Mycoses 50, 321-327 (2007) 40 Ansprechpartner im MVZ-Labor, Dr. Swtkowski, Wagner, Dr. Bauermann, Berlin Zentrale Durchwahl 030 890645-0 030 890645 + Nebenstelle Laborärzte Dr. R. Switkowski Frau A. Wagner EDV /DFÜ 20 21 Ärzte für Mikrobiologie Frau Dr. C. Bauermann Frau Dr. B. Hammer 27 43 Labororganisation, Herr Kerkow 16 Qualitätsmanagement, Frau Schulze 40 Befundauskunft Laboratoriumsmedizin Frau Jüngel 69/18 Frau Simic 17 Frau Kudell 24 Befundauskunft Mikrobiologie bis 18:30 Uhr Verwaltung Abrechnung GKV, Frau Schnabel Abrechnung GOÄ 35/36/41/42 26 37 14,38 Materialbestellung 22 Blutentnahme, Frau Hoffmann 39 Fahrdienst Leitung Frau David Probenabholung, Probentransport 030 8918193 Außendienst und Einsenderbetreuung 44/38 Frau Wittenhagen 0163 891 80 13 Frau Dorn 0163 891 80 11 Frau Uebel 0151 14836931 Wichtige FAX-Nummern Befundauskunft Laboratoriumsmedizin Verwaltung Abrechnung Fahrdienst Laborärzte Dr. Bauermann Mikrobiologie Materialbestellung Labororganisation, Außenlabore 92 71 72 73 31 46 47 45 Ansprechpartner im Labor Limbach Heidelberg Durchwahl 06221 3432 + Nebenstelle Mikrobiologie Blutkultur Variadiagnostik Stuhldiagnostik Urindiagnostik Tuberkulosediagnostik PCR-Analytik 125/129 148 237 147 261 126 194 Frau Dr. Fahr Dr. Holfelder Dr. Oberdorfer Frau Dr. Schwarz Prof. Dr. Hof Frau Prof. Dr. Wendt 225 324 560 345 342 344
