Biochemie_Breitling_Stryer_Kap30_1

Vertretung durch Frank Breitling (Institut für
Mikrostrukturtechnik (IMT), Campus Nord)
Vorlesungsdoppelstunde am 03.07.2014
Basis der Vorlesung:
Stryer, Biochemie, 6. Auflage, Kapitel 30
Proteinsynthese
Das Ribosom ist eine Matrizen-gesteuerte
Werkzeugmaschine in Nanodimensionen
Das Ribosom ist eine Polypeptidfabrik. Die Aminosäuren, die mit TransferRNA-Molekülen verbunden sind, werden nacheinander zum Ribosom
transportiert. Jede Aminosäure wird einzeln an die wachsende Polypeptidkette
angefügt, die sich vom Ribosom löst, sobald sie fertig ist. Mit diesem
Fließbandverfahren lassen sich sehr lange Polypeptide schnell und mit
erstaunlicher Genauigkeit aufbauen.
Translation: Nucleotidsequenzen müssen in eine Abfolge
von Aminosäuren „übersetzt“ werden
Wachstum der Polypeptidkette: Bei der Proteinsynthese wird am
Carboxylende eine Aminosäure nach der anderen angefügt.
Alle tRNAs haben ein Anticodon, mit dem sie spezifisch an
das aus drei Basen bestehende Codon auf der mRNA binden
1. Je drei Basen codieren eine Aminosäure.
2. Der Code ist nicht überlappend.
3. Es gibt keine Zeichensetzung, außer „Start“ und „Stopp“.
4. Der Code ist degeneriert.
Wie genau muss die Proteinsynthese sein?
Häufigkeit des Einbaus
Einer falschen Aminosäure
Wahrscheinlichkeit, dass ein fehlerfreies
Protein synthetisiert wird
Zahl der Aminosäurebausteine
100
300
1000
10-2
10-3
10-4
10-5
0,366
0,905
0,990
0,999
0,049
0,741
0,970
0,997
0,000
0,368
0,905
0,990
Theoretische Überlegung: Damit große Proteine von etwa 1000
Aminosäure Länge effizient gebildet werden darf die Fehlerhäufigkeit einen
Wert von ungefähr einen in 104 nicht überschreiten.
Warum hat die Evolution den Translationsprozess nicht von vorneherein
noch genauer angelegt, was könnte dadurch schwieriger werden?
Die tRNA ist ein Adaptermolekül das an ein
spezifisches Codon bindet und gleichzeitig
die entsprechende Aminosäure mitbringt
Sequenz der Alanyl-tRNA:
Dargestellt ist die Sequenz der
Alanyl-tRNA aus Hefe und die
daraus abgeleitete Sekundärstruktur in Form eines Kleeblattes. Das Molekül enthält
folgende modifizierte Nucleoside: Methylinosin (mI),
Dihydrouridin (UH2),
Ribothymidin (T), Pseudouridin
(ψ), Methylguanosin (mG) und
Dimethylguanosin (m2G).
Inosin (I), ein weiteres
modifiziertes Nucleosid, ist Teil
des Anticodons
Alle tRNA-Moleküle haben
dasselbe Konstruktionsprinzip
Die allgemeine Struktur von
tRNA-Molekülen. Beim
Vergleich der Basensequenzen vieler tRNAs erkennt
man eine Reihe konservierter
Merkmale:
(1) Länge 73 bis 93
Ribonucleotide
(2) Viele „Sonderbausteine“
(3) Große Bereiche bilden
eine Doppelhelix aus
(4) Phosporyliertes 5‘-Ende
(5) Die aktivierte Aminosäure
hängt am 3‘-Ende (CCA)
(6) Das Anticodon befindet
sich in einer Schleife in der
Mitte der Sequenz.
Alle tRNAs enthalten viele ungewöhnliche Basen
Von den 73 bis 93 Ribonucleotiden einer tRNA sind meist 7 bis 15
dieser Ribunucleotide „Sonderbausteine“
Die aktivierte Aminosäure und das
Anticodon liegen an en
entgegengesetzten Enden der tRNA
Struktur der tRNA: Zu beachten ist die Lförmige Struktur, die dieses Skelettmodell
der Phenylalanyl-tRNA der Hefe wiedergibt.
Ein Arm trägt am Ende den CCA-Abschnitt,
der andere die Anticodonschleife.
Stapelung von
Helices in der
tRNA
Die vier doppelsträngigen
Bereiche der tRNA sind in der
L-förmigen Struktur übereinander gestapelt.
Aminoacyl-tRNASynthetasen lesen den
genetischen Code
(1) Durch die Anheftung einer
bestimmten Aminosäure an eine
spezifische tRNA wird der
genetische Code umgesetzt.
(2) Aktivierte Aminosäure: Die
Aminosäuren sind über
Esterbindungen an die 2'- oder
3'-Hydroxylgruppe im Adenosin am
3'-Ende der tRNA gekoppelt. Hier
ist eine Bindung an die 3'-Hydroxylgruppe dargestellt.
Im ersten Schritt wird die Aminosäure durch die Bildung
eines Aminoacyladenylats aktiviert
Aminacyl-tRNA-Synthetasen aktivieren die Aminosäuren am C-Terminus:
(1) Es wird Aminoacyladenylat gebildet;
Aminosäure + ATP
Aminoacyl-AMP + PPi
(2) Die Aminoacyladenylat wird auf ein bestimmtes tRNA Molekül übertragen.
Dabei wird PPi hydrolysiert um die Reaktion in die gewünschte Richtung zu
treiben.
Aminoacyl-AMP + tRNA
Aminoacyl-tRNA + AMP
Auch Fettsäuren werden durch ein
Acyladenylat-Zwischenprodukt aktiviert
Bei der Fettsäuresynthese dient ein
CoenzymA als Akzeptor für die
Acylgruppe, während bei der
Aktivierung der Aminosäuren diese
Funktion durch die tRNA ausgeübt
wird.
Aktives Zentrum der
Threonyl-tRNASynthetase
Die Aminosäurebindungsstelle enthält ein Zinkion
(grüne Kugel), das
koordinative Bindungen
zur Amino- und
Hydroxylgruppe des
Threonins ausbildet
Jede Aminoacyl-tRNA-Synthetase ist sehr
spezifisch für „Ihre“ Aminosäure
Wie schafft es die Threonyl-tRNA-Synthetase
zwischen Threonin und den sehr ähnlichen
Aminosäuren Valin und Serin zu unterscheiden,
sodass nur eine von 104 bis 105 Aminosäuren falsch
eingebaut wird?
(1) Threonin (aber nicht Valin) kann über seine OHGruppe in der Seitenkette mit dem Zinkion des
katalytischen Zentrums und mit einem Asp
Wasserstoffbrücken ausbilden.
(2) Bei Serin gibt es diese Unterscheidungsmöglichkeit nicht. Deshalb haben die Aminoacyl-tRNASynthetasen analog zu den DNA-Polymerasen eine
Korrekturlesefunktion.
Wird die Threonyl-tRNA-Synthetase mit falsch
beladener Ser-tRNAThr inkubiert, so entsteht freies
Serin und freie tRNAThr.
Aktives Zentrum der
Threonyl-tRNASynthetase
Die Aminosäurebindungsstelle enthält ein Zinkion
(grüne Kugel), das
koordinative Bindungen zur
Amino- und Hydroxylgruppe
des Threonins ausbildet.
Spezifität der Beladung
durch die in Threonin
enthaltene OH-Gruppe in
der Seitenkette.
Das Korrekturlesen durch die
Aminoacyl-tRNA-Synthetase
steigert die Genauigkeit der
Proteinsynthese
Die Korrekturlesestelle: Mit
Mutageneseexperimenten konnte
man feststellen, wo sich in der
Threonyl-tRNA-Synthetase die
Korrekturlesestelle (grün dargestellt)
befindet.
Serin passt in diese „Hydrolysestelle“
genau rein, das größere Threonin
aber nicht! Größere Aminosäuren
passen wiederum nicht in die
Aktivierungsstelle.
(Hier und in den folgenden
Abbildungen ist nur eine der beiden
Untereinheiten des dimeren Enzyms
dargestellt.)
Korrektur einer
Aminoacyl-tRNA
Der biegsame CCA-Arm
einer Aminoacyl-tRNA
kann die Aminosäure
von der Aktivierungsstelle zur Korrekturlesestelle schieben. Passt
die Aminosäure dort gut
hinein, wird sie durch
Hydrolyse entfernt.
Allgemeines Prinzip:
(1) Zu große Aminosäuren passen nicht in
die Aktivierungsstelle
(2) Zu kleine Aminosäuren passen in die
Korrekturlesestelle und
werden hydrolysiert.
Synthetasen erkennen
verschiedene Merkmale
„Ihrer“ tRNAs
Der Komplex der ThreonyltRNA-Synthetase:
An der Struktur des Komplexes zwischen ThreonyltRNA-Synthetase und
tRNAThr erkennt man, dass
die Synthetase sowohl an
den Akzeptorstamm als
auch an die Anticodonschleife bindet.
Oft, aber nicht immer wird
das Anticodon erkannt.
Die Alanyl-tRNA-Synthetase
erkennt und aminoacyliert auch
eine kleine Mikrohelix, die das
Anticodon gar nicht enthält
Die Mikrohelix, die von der AlanyltRNA-Synthetase erkannt wird:
Eine Stamm-Schleife-Struktur von nur
24 Nucleotiden, die dem Akzeptorstamm entspricht, wird von der AlanyltRNA-Synthetase aminoacyliert.
Die Aminoacyl-tRNA-Synthetasen kann man in zwei
Klassen einteilen
Die Klassen der Aminoacyl-tRNA-Synthetasen: Die Synthetasen der Klassen
I und II erkennen verschiedene Seiten des tRNA-Moleküls. Der CCA-Arm der
tRNA nimmt im Komplex mit den Enzymen der beiden Klassen
unterschiedliche Konformationen an.
Die Aminoacyl-tRNA-Synthetasen kann man in zwei
Klassen einteilen
Klasse I
Klasse II
Arg (a)
Cys (a)
Gln (a)
Glu (a)
Ile (a)
Leu (a)
Met (a)
Trp (a2)
Tyr (a2)
Val (a)
Ala (a4)
Asn (a2)
Asp (a2)
Gly (a2b2)
His (a2)
Lys (a2)
Phe (a2b2)
Ser (a2)
Pro (a2)
Thr (a2)
Einteilung der AminoacyltRNA-Synthetasen von E.
coli und die Zusammensetzung ihrer Untereinheiten
Vergleich Klasse I vs. Klasse II:
(1) Haarnadel- vs. Helixkonformation des
CCA Teils;
(2) Acylieren das 2‘-OH vs. 3‘-OH-Gruppe
der tRNA des 3‘-Endes;
(3) Binden ATP in unterschiedlichen
Konformationen;
(4) Meist monomere vs. dimere Proteine
(5) Binden an unterschiedliche Seiten der
tRNA.
Ein Ribosom ist ein Ribonucleoproteinpartikel (70S) aus
einer kleinen (30S) und einer großen (50S) Untereinheit
Detaillierte Modelle eines Ribosoms, erstellt auf Basis von Röntgenstrukturanalysen des 70S-Ribosoms sowie der 30S- und 50S-Untereinheit. Gelb:
23S-RNA, orange: 5S-RNA, grün: 16S-RNA, rot: Proteine der 50S-Untereinheit und blau: Proteine der 30S-Untereinheit. Die Grenzfläche zwischen
der 50S- und der 30S-Untereinheit besteht ausschließlich aus RNA. Die entscheidenden Stellen des Ribosoms bestehen fast ausschließlich aus RNA!
Die ribosomalen RNAs
spielen für die
Proteinsynthese eine
zentrale Rolle
Faltungsmuster ribosomaler RNA:
A) Sekundärstruktur der 16SrRNA, abgeleitet aus
Sequenzvergleichen und
chemischen Untersuchungen.
B) Durch Röntgenstruktur-analyse
ermittelte Tertiär-struktur der 16SrRNA.
Die rRNA faltet sich zu einer
definierten Struktur mit vielen
kurzen Doppelstrangabschnitten.
Die Messenger-RNA wird in 5‘
3‘-Richtung translatiert
Proteine werden vom Amino- zum Carboxylende synthetisiert
Diese synthetisch hergestellte DNA ergibt in einem zellfreien
Proteinsynthesesystem:
Die Transkription läuft auch in 5‘- 3‘-Richtung ab. Deshalb kann auch
einen noch nicht vollständig transkribierte mRNA bereits die Synthese
von Proteinen steuern.
Ein mRNA-Molekül kann
von vielen Ribosomen
gleichzeitig translatiert
werden
Polysomen: Bei der
Transkription eines DNAAbschnitts aus E.coli entstehen
mRNA-Moleküle, die sofort
jeweils von mehreren
Ribosomen translatiert werden.
(Miller OL Jr et al (1970) Science
169: 392–395.)
Das Startsignal ist normalerweise AUG. Davor liegen
mehrere Basen die sich mit der 16S-rRNA paaren
Initiationsstellen: Die Sequenzen der Initiationsstellen für die Proteinsynthese
in einigen mRNA-Molekülen aus Bakterien und Viren. Beim Vergleich dieser
Sequenzen erkennt man einige immer wiederkehrende Merkmale.
Die Proteinsynthese der
Bakterien beginnt mit
Formylmethionyl-tRNA
Formylierung der Methionyl-tRNA: Die
Initiator-tRNA (tRNAf) wird zunächst
mit Methionin beladen.
Anschließend wird eine Formylgruppe
vom N10-Formyltetrahydrofolat auf die
Methionyl-tRNA übertragen.
Nur Methionin-beladene Met-tRNAf ist
ein Substrat für diese enzymatische
Reaktion.
Ribosomen enthalten drei tRNA-Bindungsstellen, die
zwischen der 30S- und der 50S-Untereinheit liegen
Bindungsstellen für die Transfer-RNA: A) An einem 70S-Ribosom befinden
sich drei tRNA-Bindungsstellen. Sie werden als A-(Aminoacyl-), P-(Peptidyl-)
und E-(Exit-)Stelle bezeichnet. Alle tRNA-Moleküle treten sowohl mit der 30Sals auch mit der 50S-Untereinheit in Kontakt. B) Die tRNA-Moleküle an der Aund P-Stelle sind über Basenpaarungen mit der mRNA verbunden.
Mechanismus der Proteinsynthese
Der Zyklus beginnt mit
der Peptidyl-tRNA an der
P-Stelle. An die A-Stelle
wird eine AminoacyltRNA gebunden.
Nachdem beide Stellen
besetzt sind, bildet sich
die neue Peptidbindung
aus. Der Elongationsfaktor G verschiebt tRNAs und mRNA, wodurch die
deacylierte tRNA zur E-Stelle wandert. Dort angelangt, kann sie frei
abdissoziieren und damit den Zyklus abschließen.
Bildung der Peptidbindung
Die Aminogruppe der Aminoacyl-tRNA greift die Carbonylgruppe in der
Esterbindung der Peptidyl-tRNA an. Das dabei entstehende tetraederförmige
Zwischenprodukt zerfällt, wobei sich die Peptidbindung bildet und die
deacylierte tRNA freigesetzt wird.
Allein die Wechselwirkung zwischen Codon und Anticodon
bestimmen darüber, welche Aminosäure eingebaut wird
Cystein, mit dem bereits „seine“ tRNA beladen war, wurde unter Katalyse
durch Raney-Nickel in Alanin umgewandelt. Das Alanin dieser nun „falsch“
beladenen tRNA wurde ohne Umstände in das wachsende Polypeptid
eingebaut.
Dies wird mittlerweile in zellfreien Translationssystemen ausgenutzt, denn
dadurch kann man z.B. Fluoreszenz-markierte Proteine herstellen. Dies
geschieht indem eine tRNA mit einem bestimmten Codon mit einer
fluoreszierenden künstlichen Aminosäure beladen wird, wobei das Codon
den Einbauort in das Protein definiert.
Manche tRNAs erkennen durch das „Wobble“ der
Basenpaarung mehrere Codons
Nach der Wobble-Hypothese erlaubte
Paarungen an der dritten Base des Codons
Erste Base
dritte Base
des Anticodons
des Codons
C
A
U
G
I
G
U
A oder G
U oder C
U, C oder A
Die Alanyl-tRNA der Hefe bindet z.B. an drei Codons, nämlich GCU, GCC
und GCA. Dies liegt daran, dass die oft in der dritten Position des
Anticodons tRNAs eingebaute Base Inosin Wasserstoffbrücken mit drei
verschiedenen Basen (U, C und A) ausbilden kann.
Die Base Inosin kann Wasserstoffbrücken mit drei
verschiedenen Basen (U, C und A) ausbilden
Die 16S-rRNA kontrolliert
die Basenpaarung
zwischen Codon und
Anticodon
Adenin 1493, eines von drei generell konservierten Basen in der 16S-rRNA,
bildet Wasserstoffbrücken sowohl mit den Basen im Codon als auch im
Anticodon, aber nur dann, wenn Codon und Anticodon korrekt gepaart sind.
Die Formylmethionyl-tRNAf wird
während der Bildung des 70SInitiationskomplexes in der PStelle des Ribosoms angeordnet
Initiation der Translation bei Prokaryoten:
Die Initiationsfaktoren unterstützen
zunächst die Zusammenlagerung des 30SInitiationskomplexes und später den Aufbau
des 70S-Initiationskomplexes.
Diese Abfolge an molekularen Erkennungsprozessen bewirken, dass sich zunächst
die mRNA an die 30S Untereinheit anlagert
und erst danach „der Deckel zugemacht
wird“ indem sich die 50S-Untereinheit dazu
gesellt. Die Hydrolyse von GTP gibt der
Reaktion dabei eine Richtung vor.
Elongationsfaktoren bringen
die Aminoacyl-tRNA zum
Ribosom
Struktur des Elongationsfaktors Tu:
Dargestellt ist die Struktur eines
Komplexes aus dem Elongationsfaktor
Tu (EF-Tu) und einer Aminoacyl-tRNA.
Am Aminoende von EF-Tu liegt eine
P-Schleife-NTPase-Domäne (violett),
wie sie in ähnlicher Form auch in
anderen G-Proteinen vorkommt.
(Zeichnung nach 1B23.pdb.)
Auf die Bildung einer Peptidbindung folgt die von GTP
angetriebene Translokation der tRNAs und der mRNA
Der Mechanismus der Translokation: EF-G heftet sich in der GTP-Form
an die EF-Tu-Bindungsstelle auf der 50S-Untereinheit. Dies regt die
Hydrolyse des GTP an. Die Folge ist eine Konformationsänderung von
EF-G, durch die die tRNAs und die mRNA um die Strecke durch das
Ribosom bewegt werden, die einem Codon entspricht.
Die Proteinsynthese wird durch
Freisetzungsfaktoren beendet, die
Stoppcodons lesen
Die Stoppcodons UAA, UGA und UAG
werden von kleinen, kompakten Proteinen
erkannt, die in ihrer Struktur tRNAs ähneln.
Diese werden Freisetzungsfaktoren genannt
(release factors, RFs). Der genaue
Mechanismus ist nicht bekannt.
Termination der Biosynthese
Ein Freisetzungsfaktor erkennt ein Stoppcodon an der A-Stelle und
bewirkt die Freisetzung des vollständigen Proteins von der tRNA an der
P-Stelle.
Wie könnte die fertig synthetisierte Peptidkette vom Ribosom
freigesetzt werden?
Pro- und eukaryotische Proteinsynthese unterscheiden sich vor allem
in der Initiation der Translation
Initiation der Translation bei Eukaryoten: Bei
Eukaryoten bildet sich zu Beginn der Translation am
5'-Cap ein Komplex, der die 40S-Untereinheit und die
Met-tRNAi enthält. Durch ATP-Hydrolyse angetrieben,
sucht dieser Komplex die mRNA ab, bis er auf das
erste AUG trifft. Dann kommt die 60S Untereinheit
hinzu, um den 80S-Initiationskomplex zu bilden.
(1) Eukaryotische Ribosomen sind größer;
(2) Eukaryoten verwenden Met statt Formyl-Met;
(3) Eukaryoten haben immer AUG als Startcodon. Sie
nehmen das erste am 5‘-Ende;
(4) Eukaryoten besitzen wesentlich mehr
Initiationsfaktoren als Prokaryoten;
(5) Eukaryotische mRNA ist ringförmig;
(6) Für Elongation und Termination existieren
homologe Proteine.
Eukaryotische mRNA wird durch Wechselwirkung mit
Proteinen ringförmig
(Nach Lodish H et al
(2004) Molecular cell
biology (5. Aufl.) W. H.
Freeman and Company,
New York. Abb. 4.31.)
An das endoplasmatische
Reticulum gebundene
Ribosomen produzieren
sekretorische und
membranspezifische Proteine
In dieser elektronenmikroskopischen Aufnahme erscheinen die
Ribosomen als kleine schwarze
Punkte, die auf der cytoplasmatischen Seite des endoplasmatischen Reticulums gebunden sind
und diesem so ein raues Aussehen geben. Im Gegensatz dazu
enthält das glatte endoplasmatische Reticulum keine
Ribosomen.
Signalsequenzen markieren Proteine für die Translokation durch
die Membran des endoplasmatischen Retikulums
Aminoterminale Signalsequenzen von einigen sekretorischen und membranspezifischen Proteinen bei Eukaryoten: Vor der hydrophoben Core-Sequenz
(gelb) liegen einige basische Reste (blau), nach der Core-Sequenz folgt die
Schnittstelle für die Signalpeptidase.
Das Signalerkennungspartikel
Das Signalerkennungspartikel (SRP)
besteht aus sechs Proteinen (eines
davon ist SRP54) und einem RNAMolekül mit 300 Nucleotiden. Die RNA
besitzt eine komplexe Struktur mit vielen
doppelhelikalen Abschnitten, die von
einzel-strängigen Regionen immer
wieder punktuell unterbrochen sind
(Kreise).
Das SRP „testet“ alle Ribosomen bis es
eines mit einem Signalpeptid gefunden
hat. Bei diesem wird die Proteinsynthese
angehalten bis es an den SRP-Rezeptor
angedockt ist.
Der SRP-Transportzyklus
1) Die Proteinsynthese beginnt an freien Ribosomen. 2) Nachdem die Signalsequenz
aus dem Ribosom herausgetreten ist, wird sie vom SRP gebunden, und die Proteinsynthese hält an. 3) Der SRP-Ribosom-Komplex lagert sich an den SRP-Rezeptor in
der ER-Membran. 4) Der SRP und der SRP-Rezeptor hydrolysieren gleichzeitig das
jeweils gebundene GTP, die Proteinsynthese wird fortgesetzt und das SRP kann an eine
andere Signalsequenz binden. 5) Die Signalpeptidase kann die Signalsequenz entfernen, sobald diese in das Lumen des ER gelangt. 6) Die Proteinsynthese setzt sich fort,
während das Protein direkt in das ER synthetisiert wird. 7) Nach Abschluss der Proteinsynthese wird das Ribosom freigesetzt und der Tunnel im Translocon schließt sich.
Transportvesikel bringen
Proteine an ihre
Bestimmungsorte
Mechanismen der Proteinverteilung:
Neu synthetisierte Proteine im
Lumen des ER werden in
Ausstülpungen der Membran
gesammelt. Diese schnüren sich ab
und bilden Transportvesikel. Die
Vesikel bringen ihre Proteine zum
Golgi-Komplex, wo die Proteine
modifiziert werden. Transportvesikel
tragen dann, gelenkt durch
v-SNARE- und t-SNARE-Proteine,
ihre Fracht zu den endgültigen
Bestimmungsorten.
Eine Reihe verschiedener Antibiotika und Toxine hemmen die
Proteinsynthese
Das Trisacchardid Streptomyces stört die Bindung
der Formylmethionyl-tRNA an die Ribosomen und
verhindert so die Initiation der Proteinsynthese.
Antibiotische Hemmstoffe der Proteinsynthes
Antibiotikum Wirkung
Streptomycin
hemmt die Initiation und verursacht
falsches Ablesen der mRNA
(Prokaryoten)
Tetracyclin
bindet an die 30S-Untereinheit und
hemmt die Anheftung der AminoacyltRNA (Prokaryoten)
Chloramphenicol hemmt die Peptidyltransferaseaktivität
der 50S-Untereinheit (Prokaryoten)
Cycloheximid
hemmt die Translokation (Eukaryoten)
Erythromycin
bindet an die 50S-Untereinheit und
hemmt die Tranlokation (Prokaryoten)
Puromycin
wirkt als Analogon der Aminoacyl-tRNA
und verursacht vorzeitigen Kettenabbruch (Pro- und Eukaryoten)
Die Wirkung des Antibiotikums Puromycin
Puromycin ähnelt dem Amino-acylende einer Aminoacyl-tRNA. Seine
Aminogruppe verbindet sich mit der Carbonylgruppe der wachsenden
Polypeptidkette zu einem Addukt, das sich vom Ribosom löst. Das Addukt
ist stabil, weil das Puromycin statt einer Ester- eine Amidbindung (rot)
enthält.
Inhibition der Translokation durch das Diphtherietoxin
Das Diphtherietoxin
blockiert die Proteinsynthese in Eukaryoten,
indem es den Transfer
einer ADP-Ribose-Einheit
von NAD+ auf Diphthamid,
eine modifizierte Aminosäure im Elongationsfaktor
2 (der Translokase),
katalysiert. Diphthamid
entsteht bei der posttranslationalen Modifikation (blau) eines Histidinrestes.
Die B-Kette (orange) transportiert die
enzymatische A-Kette (blau) über die
Zellmembran ins Cytoplasma.