IGF-I - Ruhr-Universität Bochum
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Ruhr-Universität Bochum Prof. Dr. med. Michael Nauck Dienstort: Diabeteszentrum Bad Lauterberg Hypoglykämie durch paraneoplastische Sekretion von Insulin-like Growth Factor-I (IGF-I) bei einer Patientin mit metastasiertem großzelligen Bronchialkarzinom Inaugural-Dissertation zur Erlangung des Doktorgrades der Medizin einer Hohen Medizinischen Fakultät der Ruhr-Universität Bochum vorgelegt von Anja Margarete Figge aus Hagen 2004 1 Dekan: Prof. Dr. med. G. Muhr Referent: Prof. Dr. med. M. Nauck Korreferent: Prof. Dr. med. H. Klein Tag der Mündlichen Prüfung: 09.11.2004 2 Für meine Eltern 3 Inhaltsverzeichnis I. Einleitung 6 II. Fallbeschreibung 7 III. Material und Methoden 1. Experimentelles Vorgehen 2. Blutproben 3. Laboruntersuchungen - Immunoassay - Radiochromatographie - Gelfiltration - SDS-Page 4. Histologische Methoden, Immunhistochemie 9 9 10 10 10 11 11 12 12 IV. Ergebnisse 1. Hungerversuch 2. 24-Stunden-Profile 3. Hyperinsulinämischer Clamp-Test 4. Insulin-like growth factors und IGF-Bindungsproteine 5. Wachstumshormon-Sekretion und Hypophysen-Funktion 6. Hepatische Katheterisierung 7. Serielle venöse Blutentnahmen 8. Speicheldrüsen und Tränendrüsen 9. Bildgebende Verfahren 10. Behandlung und Nachbeobachtung 13 13 14 15 17 20 20 22 23 24 24 V. Diskussion 26 VI. Literaturverzeichnis 29 VII. Danksagung 34 VIII. Lebenslauf 35 4 Abkürzungen: ALS: Acid-labile subunit CRH: Corticotropes Releasing Hormon ELISA: Enzyme-linked Immunosorbent Assay GH: Growth hormone FSH: Follikel stimulierendes Hormon GnRH: Gonadotropin releasing hormone GRH: Growth hormone releasing hormone IGF-I: Insulin-like growth factor-I IGF-II: Insulin-like growth factor-II IGFBP: Insulin-like growth factor binding protein LH: Luteinisierendes Hormon MEIA: Microparticle Enzyme Immuno Assay NICTH: Non-Islet Cell Tumor Hypoglycemia PAS: Periodic Acid Schiff SDS-PAGE: Sodium Dodecyl Sulfate Polyacrylamide Gel Elctrophoresis TSH: Thyreoideastimulierendes Hormon, Thyreotropin 5 I. Einleitung Eine Nüchternhypoglykämie kann durch Insulin- (und/oder Proinsulin-) sezernierende Tumore (hyperinsulinämische Hypoglykämie [1-3]) hervorgerufen werden. Eine paraneoplastische Hyperinsulinämie kann hervorgerufen werden durch klassische Insulinome [1-3] des Pankreas, nur in einigen Fällen werden sie durch extrapankreatische maligne Tumore verursacht. Die nicht-hyperinsulinämische Hypoglykämie [2, 4, 5], auch Nicht-Inselzell-Hypoglykämie (engl. Non-IsletCell-Tumor Hypoglycemia, NICTH) genannt [6] , ist mit Tumorerkrankungen assoziiert, die große Mengen von „big“-insulin-like growth factor-II („big“-IGF-II) [7-11], ein Präkursor-Molekül des IGF-II, produzieren. Dies führt zu einer Verschiebung des IGF-Moleküls der ternären Form (150 kDa) in die binären Form (50 kDa) der IGF-Bindungsprotein-Komplexe (IGFBP), was zu einer erhöhten Gewebeverfügbarkeit von IGF-I und -II führt sowie zu einer Erhöhung der Konzentrationen von zirkulierenden freien (nicht proteingebundenen) IGF-I und IGF-II-Molekülen [8-11]. Während Fälle von IGF-II-assoziierten NICTH mehrfach beschrieben wurden [7-11], ist bisher unserer Kenntnis nach kein ähnlicher Fall einer von einem Tumor ausgehenden autonomen IGF-I-Sekretion publiziert. Das ist überraschend, denn eine Senkung des Plasmaglukosespiegels in hypoglykämische Bereiche ist bereits in Tierexperimenten [12-14] und bei Menschen [15, 16] beschrieben worden. Wir berichten über den Fall einer Patientin mit schwerer paraneoplastischer Hypoglykämie und exzessiver, autonomer Sekretion von IGF-I durch einen Tumor. Vorläufige Informationen zum vorliegenden Fall sind in Abstaktform erschienen [17]. 6 II. Fallbeschreibung Es handelt sich um eine 56jährige Patientin, die wiederholt morgens nicht erwachte und zerebrale Krampfanfälle hatte. Bei Aufnahme in der Notfallambulanz eines Krankenhauses wurde eine Hypoglykämie diagnostiziert, die durch intravenöse Glukosegabe zu beheben war. Von diesem Zeitpunkt an litt die Patientin unter nahezu täglich auftretenden, hypoglykämischen Episoden, die fast alle zwei Stunden eine zusätzliche Nahrungsaufnahme notwendig machten, auch in der Nacht. Anamnestisch war eine beidseitige Schwellung der Speicheldrüsen und eine diskrete Xerostomie bekannt, die zu der Verdachtsdiagnose eines Sjögren-Syndroms geführt hatte. In der körplichen Untersuchung war die Patientin von normalem Habitus, leicht übergewichtig (Größe 168 cm, Gewicht 76.6 kg, BMI 27.1 kg/m2), ohne Anzeichen einer Akromegalie, Körpertemperatur 36.3°C, Puls normfrequent (82/min) und regelrecht, Blutdruck (Riva-Rocci) von 140/70 mmHg. Keine Raumforderungen, keine vergrößerten Lymphknoten tastbar. Die Plasmaglukoseprofile (Mittelwert aus mehreren Messungen an verschiedenen Tagen) zeigten normale oder diskret erniedrigte Plasmaglukosekonzentrationen am Tage, schwere hypoglykämische Werte in der Nacht, begleitet von typischen neuroglukopenischen Symptomen einer Hypoglykämie. Laborergebnisse der Patientin: Die Blutsenkungsgeschwindigkeit betrug 34/56 mm/h (erste und zweite Stunde). Diskrete Erhöhung der Transaminasen (GPT 52 U/l, Normalbereich: < 17 U/l; GOT 26 U/l, Normalbereich: < 15 U/l) bei normwertigen Cholestase-Parametern, Serumbilirubin, Serumalbumin und Prothrombinzeit. HBs-Ag und HCV-Ak waren negativ. Keine Zeichen der eingeschränkten Nierenfunktion (Kreatinin 0.85 mg/dl 75 μmol/l, Harnstoff 18 mg/dl 6.4 mmol/l). HbA1c erniedrigt mit 3.3 % (Normalbereich: 4.0-6.2 %). Triglyzeride erhöht (292 mg/dl 3.3 mmol/l; Normalbereich: < 150 mg/dl < 1.7 mmol/l), GesamtCholesterin, HDL- und LDL-Cholesterin lagen im Referenzbereich. Die Harnsäure war leicht erhöht (7.4 mg/dl 440 μmol/l; Normalbereich: < 6 mg/dl < 350 μmol/l). Blutbild, Elektrolyte im Serum, Gesamteiweiß und Serumelektrophorese waren gesamt unauffällig. Antinukleäre Antikörper waren negativ (Immunfluoreszenz). Ro-Antikörper waren positiv (Immunoblot). TSH mit 0.51 mU/l, fT410 ng/l, fT3 2.22 ng/l zeigten eine normale Schilddrüsenfunktion. Die Cortisolausscheidung im 24-h-Urin war normal mit 121 μg/d (Normalbereich: 46-131 μg/d) sowie auch Cortisol im Serum, was eine Hypophysenvorderlappen-Insuffizienz sowie eine Nebennierenrinden-Insuffizienz [3] als Ursache der Hypoglykämie ausschließt. Die Ausscheidung von Adrenalin und Noradrenalin im 24-h-Urin war 11 μg/d 7 (Normalbereich: < 20 μg/d) und 40 μg/d (Normalbereich: < 105 μg/d) respektive, was ein autonomes Versagen nahezu ausschließt, insbesondere da es zu Hypoglykämien führen würde. Insulin-Auto-Ak waren negativ (5.1% gebunden; Normalbereich: < 8%), Inselzell-Auto-Ak negativ (Immunfluoreszenz), GAD-Ak waren negativ (32 U/ml; Normalbereich: < 70 U/ml) und IA2-Auto-Ak konnten nicht nachgewiesen werden (0.07 U/l; Normalbereich: < 0.75 U/l). Sulfonylharnstoffe wie Glibenclamid, Glibornurid und Tolbutamid (Gaschromatographie/Massenspektrometrie) konnten im Serum nicht nachgewiesen werden (respektive < 20 ng/ml, < 0.1 μg/ml und < 1 μg/ml). 8 III. Material und Methoden III. 1. Experimentelles Vorgehen: Diagnostische Tests wurden stets am Morgen durchgeführt. In der Nacht mussten einige kohlenhydrathaltige Nahrungsmittel von der Patientin gegessen werden, um Hypoglykämien zu vermeiden. Venöse Verweilkatheter wurden plaziert wie benötigt. Hungerversuch: Nur leichte Kost wurde vor Beginn einer längeren Nüchterntestperiode (t = 0 Std.) verabreicht. Während der Tests wurde keine weitere Kalorienzufuhr erlaubt. Blutentnahmen erfolgten in Zeitintervallen von 60 min zur Bestimmung von (kapillärer) Glukose, Insulin und C-Peptid. Tagesprofile: Zur Erstellung von Tagesprofilen über 24 Stunden, wurden im Zeitintervall von 60 min Blutproben entnommen zur Bestimmung von (kapillarer) Glukose, Insulin und IGF-I. Clamp-Test: Der hyperinsulinämische, sequentiell eu- und hypoglykämische Clamp-Test wurde morgens nach einer nächtlichen Nüchternphase von 12 Stunden durchgeführt. Nach der Abnahme von Blutproben zum Ausgangszeitpunkt (-60 min), wurde Glukose über 60 min infundiert bis zur Einstellung einer stabilen kapillaren Plasmaglukose-Konzentration von 80-90 mg/dl (vordefinierter ‚euglykämischer‘ Bereich). Zum Zeitpunkt 0 min wurde dann Insulin infundiert (80 mU/kgKG/Stunde). Unter Kontrolle von in Abständen von 5 min regelmäßig durchgeführten kapillaren Glukosemessungen, wurde Glukose in der Dosis infundiert, die notwendig ist, eine euglykämische Plasmaglukose-Konzentration aufrechtzuerhalten. Nach 90 min wurde die Glukoseinfusion um 30-50% reduziert, bis die Plasmaglukose-Konzentration innerhalb von 30 min auf 40-50 mg/dl abgefallen war. Diese hypoglykämischen Werte wurden über einen Zeitraum von 60 min gehalten unter entsprechend angepasster Glukoseinfusion. Anschließend erhielt die Patientin eine kohlenhydratreiche Mahlzeit [18]. Lebervenenkatheter: Um den Herkunftsort der IFG-I Produktion bzw. Sekretion zu lokalisieren, wurde eine der Lebervenen selektiv unter Durchleuchtung katheterisiert. Parallel wurde eine Kanüle arteriell plaziert, um arteriell-hepatovenöse Konzentrationsunterschiede zu bestimmen. Nach 30 Minuten wurde Somatostatin i.v. verabreicht (250 μg als Bolus, 500 μg/h als Dauerinfusion). Blutproben wurden alle 10-15 min zur Bestimmung von Glukose (kapillare Entnahme), Insulin, C-Peptid, IGF-I und Wachstumshormon (GH). Glukose (20 %, Gewicht/Volumen) wurde bei Bedarf infundiert zur Vermeidung oder Korrektur hypoglykämischer Entgleisungen. Leber-Durchblutung: Die ICG-Clearance (Indocyanin-Grün; 0.3 mg/kg ICG als Bolusinjektion; ICG-Pulsion, PULSION Verwaltungs GmbH & Co. Medical Systems, München, Deutschland) wurde zur Abschätzung des quantitativen hepati9 schen Blutflusses bestimmt. Der durch Photometrie (800 nm, Eppendorf Photometer, Netheler und Hintz, Hamburg, Deutschland) gemessene exponentielle Abfall der Plasmakonzentrationen wurde durch die nicht-lineare Regressionsanalyse bestimmt [19]. III. 2. Blutproben: Das entnommene Blut wurde versetzt mit EDTA und Aprotinin (Trasylol; 20 000 KIU/ml, 200 μl pro 10 ml Blut; Bayer AG, Leverkusen, Deutschland) oder nativ zur Laboranalyse gegeben. Die Proben für die Hormonanalysen wurden zentrifugiert und bei -28°C gefroren asserviert. III. 3. Laboruntersuchungen: Die Glukosebestimmung erfolgte konventionell durch die Glukose-Oxidase-Methode im Hitachi 917 Autoanalysegerät, welches ebenfalls für die Klinische Chemie verwandt wurde. Die Blutanalysen erfolgten auf Insulin (MEIA, Imx Insulin, Abbott Laboratories, Wiesbaden, Deutschland), C-Peptid (ELISA, DAKO Diagnostics Ltd., Cambridgeshire, UK) und Proinsulin (ELISA, - DRG Instruments GmbH, Marburg, Deutschland). Bis auf die genannten anderen Methoden, wurde IGF-I durch ein kommerzielles Immunoradioassay (Diagnostic Systems Laboratories, Sinsheim, Deutschland) quantitativ bestimmt. Immunoassay: Beim Immunoassay wird ein spezifisches Antiserum bzw. ein Antikörper mit einer bekannten, kleinen Menge markiertem Antigen und einer größeren, unbekannten Menge eines Antigens aus einer Probe (bzw. mit bekannter Konzentration als sogenannter “Standard”) inkubiert. Markierte und nicht-markierte Antigene konkurrieren um die begrenzte Anzahl spezifischer Bindungsstellen. Antikörper-gebundene und “freie” Antigen-Mengen lassen sich trennen. Die Menge Antikörper-gebundenenen “Tracers” lässt sich über eine Standardkurve in Antigenkonzentrationen umrechnen. Als Markierung eignet sich radioaktives Jod (Radioimmuoassay, RIA) oder ein Enzym (Enzym-Immunoassay, ELISA). Antigen oder Antikörper können auch an Mikropartikel gebunden sein (Mikropartikel-Enzym-Immunoassay, MEIA). Vorteil dieses kommerziellen Immunoradioassay ist die fehlende Kreuzreaktion mit Insulin, IGF-II oder Wachstumshormon sowie ein intra- und interassay Variationskoeffizient von respektive 1.5-3.4 und 1.5-8.2% [20]. Zusätzlich verwandte Methoden zur Bestimmung der IGF-Moleküle und ihrer Bindungsproteine IGFBPs sind in Tabelle 1 (siehe S.16) aufgeführt. Die säurelabile Untereinheit des IGF-Moleküls wurde mit einer kommerziellen ELISA-Methode bestimmt (total ASL ELISA, DSL, Webster, Texas). Wachstums10 hormon wurde gemessen mit Immulite hGH (EUOR/DPC, Llanberis, Gwynedd, UK) mit einem intra- und interassay Variationskoeffizienten von respektive 5.3-6.5 und 5.5-6.2% und fehlender Kreuzreaktion mit anderen hypophysären Hormonen bis auf eine 0.0085 %ige Kreuzreaktion mit Thyreotropin (TSH). Radiochromatographie/Radiochromatogramm (Komponentenmuster des Serums): Bei der Radiochromatographie wurde 0.2 ml Serum, verdünnt mit 0.3 ml Dulbecco’s Phosphat-gepufferter, saliner Lösung (pH 7.4, 60 μg NaNH3 und 25 μl Aprotinin (500 U Trasylol, Bayer, Leverkusen)) für 24 Stunden bei 4° C inkubiert mit 125J-markiertem IGF-I oder -II (4-6 x 105 cpm, 2-3 ng). Anschließend wurde die Inkubationsmischung über eine Sephadex G-200-Säule chromatographiert (2 x 70 cm, mit einer Geschwindigkeit von 13 ml/h). Kalibriert wurde mit einem Gelfiltrationskalibrierungskit (Pharmacia, Uppsala, Schweden). Die Radioaktivität der einzelnen Fraktionen wurde in einem γ-Zähler gemessen (Berthold, Wildbad, Deutschland). Die unspezifische Bindung wurde entsprechend des Anstiegs von unmarkiertem IGF bewertet. Radiochromatographische Muster des menschlichen Serums sind identisch mit 125jodiertem IGF-I oder -II (J. Zapf, unveröffentlichte Beobachtung). Das chromatographische Muster gibt Aufschluss über die Menge an Bindungsprotein. Gelfiltration: Die saure Biogel P-60 Gelfiltration (Bio-Rad Laboratories, Richmond, California, USA) und die pH-neutrale (pH 7.4) Sephadex G-200 Gelfiltration (Pharmacia LKB Biotechnology Inc., Uppsala, Schweden) [21] des Serums wurde wie folgt eingesetzt. Die Saure Biogel P-60 Gelfiltration ist ein chromatographisches Verfahren zur Trennung und Identifizierung von Proteinen. Die Trennung erfolgt nach dem Molekulargewicht, da bei saurem pH die IGF-Bindungsprotein-Komplexe nicht bestehen bleiben. 0.5-1.0 ml Serum wurde auf einer Biogel P-60 Säule (1 M Säure mit 20 mg/100 ml humanem Serumalbumin (HSA)) aufgetragen und mit einer Flussgeschwindigkeit von 12 ml/h über eine 2.2 x 70 cm große Säule eluiert. Die Säule wurde kalibriert mit 125Jod-markiertem, rekombinantem IGF-I und mit 125Jod-markiertem, rekombinantem IGF-II sowie unmarkiertem, rekombinantem IGF-II. Je 4 Fraktionen zwischen Fraktion 44 und 119 werden gepoolt lyophylisiert, wieder aufgelöst in 2 ml 0.1 M NH4HCO3 und relyophylisiert. Sie wurden endgültig aufgelöst in 1 ml Phosphat-gepuffertem NaCl, pH 7.4, mit 0.2 g/100 ml HSA (RIA Puffer). Der IGF-I-Gehalt wurde im Radioimmunoassay bestimmt9 . Bei der pH-neutralen Sephadex G-200 Gelfiltration bleiben die IGF-Bindungsprotein-Komplexe erhalten und die Zuordnung von Komponenten (IGF-I, IGF-II, IGF-Bindungsproteine, säurelabile Untereinheit) kann in den Fraktionen untersucht werden. IGF-I wurde in den Fraktionen mittels Radio11 immunoassay bestimmt. Die IGF-Bindungsproteine wurden nach elektrophoretischer Auftrennung (nach Molekulargewicht) nach Bindung an 125J-IGF-I im sogenannten Ligandenblot nachgewiesen. Bei der Sephadex G-200 Gelfraktionierung wurde 1 ml Serum in gleicher Weise wie bei der Radiochromatographie (s.o.) aufgetragen und unter gleichen Bedingungen elutiert. Die y-Globulin- und Albuminpeaks wurden für eine interne Kalibrierung genutzt. Fraktionen, die ähnliche Molekularmassen hatten wie Bereiche 120-130 kD (Pool I), 50-120 kD (Pool II), und 21-50 kD (Pool III) wurden gepoolt, dialysiert gegen 0.1 M NH4HCO3, lyophylisiert und wiederaufgelöst in 1 ml (Pool I und II) und 0.5 ml (Pool III) destillierten Wasser für Analysen im Ligandenblooting und für die Bestimmung von IGF-I und -II durch Radioimmunoassay (RIA). Vor Durchführung des RIA, wurden Carrier-Proteine nach Anweisung des Herstellers (Waters Associates, Milford, MA) abgetragen [21,22]. Sodium-Dodecyl-Sulfat-Polyacrylamid-Gel-Elektrophorese (SDS-PAGE): Flachgele mit 15% SDS-Polyacrylamid wurden hergestellt. 5-10 µl der Chromatographie-Fraktionen wurden über 5 h bei 170 mV unter nicht-reduzierenden Bedingungen elektrophoretisch aufgetrennt. Über Elektroblot (2 h bei 0.6-1.0 A in einer “transblot”-Zelle (BioRad Laboratorien, Richmond, CA), wurden die Bindungsproteine auf Nitrozellulose übertragen. Die Nitrozellulose-Bahnen wurden luftgetrocknet. Bei der Weiterverarbeitung wurde 1 % Fisch-Gelatine (LB Solution, Inotech, Wohlen, Schweiz) zur Blockierung unspezifischer Bindungsstellen verwendet. Jede Nitrozellulose-Bahn wurde über 6 h bei Raumtemperatur in einer verschlossenen Plastiktüte mit 4 x 106 cpm 125J-markierten IGF-I oder IGF-II inkubiert, anschließend intensiv ausgewaschen, luftgetrocknet und über 8-48 h bei -70 °C gegenüber einem Röntgenfilm (X-Omat AR) exponiert. Verwendet wurde eine Kodak X-Omatic Kassette (Eastman Kodak Co., Rochester, NY, USA) [21]. III. 4. Histologische Methoden, Immunhistochemie: Schnitte von 4 μm Schichtdicke aus formalinfixierten Paraffinblöcken aus zwei Resektionsproben (Speicheldrüse, axillärer Lymphknoten) wurden gefärbt mit Hämatoxylin-Eosin (HE-Färbung) und PAS (Perjod-Schiff-Färbung). Für die immunhistochemische Detektion von IGF-I wurde ein polyklonaler Antikörper eingesetzt (GroPep, Adelaide, Australien; 1:10) in Verbindung mit einer konventionellen ABC Peroxidase-Technik. Gewebsproben und Speichelproben von Gesunden wurden als Kontrolle einer normalen IGF-I Expression untersucht. 12 IV. Ergebnisse: IV. 1. Hungerversuch: Dieser zweimalig nach einem leichten Frühstück durchgeführte Versuch führte zu einer Hypoglykämie mit schweren neuroglukopenischen Symptomen nach einer 6-h-Nüchternphase, in der die Blutglukosekonzentration im ersten Versuch auf 35 mg/dl (1.9 mmol/l), im zweiten auf 28 mg/dl (1.6 mmol/l) abgefallen war (Abb. 1 A). Die Insulin- und C-Peptid-Spiegel waren auf Werte unterhalb der für die jeweilige Methode angegebene Nachweisgrenze abgefallen (Abb. 1 B) mit kompletter Suppression des Insulins (< 1.5 mU/l) und C-Peptids (< 0.15 nmol/l) bei einer Plasmaglukose von < 56 mg/dl (< 3.1 mmol/l). Proinsulin lag mit 1.6 pmol/l im niedrig normalen Bereich (hier nicht dargestellt). A 120 100 80 60 40 20 0 B 0 1 2 3 4 5 6 0.8 40 0.6 30 C-Peptid Insulin 20 0.4 0.2 10 0 C-Peptid [nmol/l] Insulin [mU/l] 50 8 7 6 5 4 3 2 1 0 [mmol/l] Glukose [mg/dl] 140 0.0 0 1 2 3 4 Zeit [h] 5 6 Abb. 1A und 1B: Plasmaglukose (A), Insulin und C-Peptid (B) während der zu zwei verschiedenen Zeitpunkten durchgeführten Hungerver-suche (erster Versuch: durchgezogene Linie, zweiter Versuch: gestrichelte Linie; Insulin: Punkte, C-Peptid: Rauten). Frühe symptomatische Hypoglykämie (Pfeil) nach der ersten Nahrungsaufnahme (t = 0 h) 13 IV. 2. 24-Stunden-Profile: Das 24-Stunden-Profil von Plasmaglukose und Insulin bei gewohntem Rhythmus der Nahrungsaufnahme (Frühstück, Mittagessen, Abendessen) vor Therapie und 6 Wochen nach Einleitung einer symptomatischen Therapie mit Wachstumshormon (3.6 IE/Tag) und Prednisolon (7.5 mg/Tag) zeigen die Abbildungen 2A und 2B. In der Nacht war die Blutglukose niedrig (< 50 mg/dl 2.8 mmol/l) und stieg diskret nach den Mahlzeiten am Tage an (Abb. 2 A). Zum gleichen Zeitpunkt war Insulin auf unterhalb der Nachweisgrenze supprimiert (< 1.5 mU/l) bis auf einen diskreten Anstieg nach dem Frühstück zum Zeitpunkt der höchsten Blutglukosekonzentration (Abb. 2 B). IGF-I-Konzentrationen (hier nicht dargestellt) blieben im Tagesverlauf erhöht (401 ± 33 μg/l, Mittelwert ± SD; Normalbereich: 78-258 μg/l). A 12 200 10 150 8 100 6 4 50 2 0 0 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 200 150 100 1000 750 80 500 400 60 300 40 [pmol/l] Insulin [mU/l] B [mmol/l] Plasma-Glukose [mg/dl] unter Therapie (Wachstumshormon und Prednison) vor Therapie 200 20 100 0 0 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 Zeit [h] Abb. 2A und Abb. 2B: 24-Stunden-Profil von Plasmaglukose (A) und Insulin (B). Kennzeichnung der drei Hauptmahlzeitenn durch Pfeile. Darstellung von Plasmaglukose und Insulin über 24 h jeweils vor Therapie (Punkte) und 6 Wochen nach Therapiebeginn bzw. unter Therapie (Rauten). Insbesondere nächtliche Hypoglykämien vor Therapie und supprimierte Insulinspiegel am Tage. 14 IV. 3. Hyperinsulinämischer Clamp-Test: Während der intravenösen Insulingabe erhöhten sich die Plasmakonzentrationen von Insulin durchschnittlich auf 112 ± 10 mU/l. Die C-Peptid-Konzentrationen waren basal niedrig (0.11 nmol/l) und blieben supprimiert während der eu- und hypoglykämischen Phase (Abb. 3). Die Plasmaspiegel von IGF-I änderten sich während des Versuchs nicht und lagen durchschnittlich bei 424 ± 53 μg/l (Normalbereich: 78-258 μg/l). Insulin [80mU .kg-1.h-1 ] A 100 4 60 3 40 2 20 1 0 0 B 160 -60 0 60 120 180 1.0 0.8 120 100 0.6 80 Insulin C-Peptid 60 40 0.4 0.2 20 600 C C-Peptid [nmol/l] Insulin [mU/l] 140 0 [mmol/l] Glukose [mg/dl] 5 80 0.0 -60 0 60 120 180 IGF-I [ng/ml] 500 400 300 Oberer Normalwert 200 100 0 -60 0 60 120 180 Zeit [min] Abb. 3 A - C: Plasmaglukose (3A), Insulin (Punkte) und C-Peptid (Kreise) (3B) sowie IGF-I-Konzentrationen während des hyperinsulinämischen, sequentiell eu- und hypoglykämischen Clamp-Versuchs. Komplette Suppression des C-Peptids unter Hyperinsulinämie (101-147.3 mU/l = 602-878 pmol/l) und Hypoglykämie (Plasmaglukose zwischen 40-45 mg/dl = 2.2-2.5 mmol/l). IGF-I-Konzentrationen (n = 14) von 424 ± 53 µg/l (Normalbereich: 78-258 µg/l). 15 16 - 1190 98 8.3 0.73 5.87 141 3310 30.6 IGFBP-1 [µg/l] IGFBP-2 [µg/l] IGFBP-3 [µg/l] ALS [µg/ml] Einzelbestimmungen, Mittelwerte ± SD und Normalbereiche. a : n = 9; Blutentnahmen an mehreren Stellen NICTH: Non-Islet Cell Tumor Hypoglycemia; ALS: Acid-labile subunit 6070 - 145 7.51 658 ± 232 a (405-1068) - 588 ± 271a (370-1150) 10.0 während Therapie (GH und Prednison) Gesamt-IGF-I [µg/l] Freies IGF-I [µg/l]) (polyklonaler Assay) Gesamt-IGF-II [µg/l] „Big“-IGF-II [µg/l] [%] Freies IGF-II [µg/l] Parameter [Einheit] vor Therapie Wert(e) bei unserer Patient(in) mit paraneoplastischer IGF-I-Sekretion (“IGF-I-om”) 2095-4673 24.2 ± 4.7 270-780 1-6 < 150 < 15 0.87-1.26 78-258 0.11-0.42 Normalbereich Kommentar Blum et al. [25] siehe Methoden Blum et al. [25] Breier et al. [10, 24] Zapf et al. [9] Zapf et al. [9] Zapf et al. [9] Frystyk et al. [10, 23] normal nicht erhöht (wie bei NICTH) nicht erhöht (wie bei NICTH) keine Änderung unter Therapie vermindert, keine Änderung unter Therapie Anstieg unter Therapie nicht vermindert (wie bei NITCH) siehe Methoden erhöht Frystyk et al. [10, 23] erheblich erhöht Methode (Literaturstelle) Table 1: Insulin-ähnlicher Wachstumsfaktor -I und –II und IGF-Bindungs-Proteine zum Zeitpunkt der Diagnose einer paraneoplastischen IGF-1-Sekretion („IGF-1-om“, vor Behandlung) und nach Beginn einer Behandlung mit Wachstumshormon und Prednison IV. 4. Insulin-like growth factors und IGF-Bindungsproteine: Die Serumkonzentrationen von Gesamt-IGF-I, Gesamt-IGF-II, freiem IGF-I und freiem IGF-II sowie der IGF-Bindungsproteine sind in Tabelle 1 (s.o.) zusammengefasst. Gesamt-IGF-I war bei unserer Patientin nahezu 3-fach und freies IGF-I 10-fach erhöht im Vergleich zum Normalwertbereich. Gesamt-, freies und „big“IGF-II waren normal. IGFBP-1 war normalwertig, IGFBP-2 war erniedrigt und IGFBP-3 lag im Normbereich. Die im sauren pH-Wertbereich durchgeführte Gelfiltration ergab die gleiche Molekulargröße des IGF-I-immunreaktiven Materials wie bei Gesunden, aber der Gehalt an IGF-I-Molekülen (Summe der Fraktionen 56-83) war 5-fach erhöht (Abb. 4). IGF-I [ng/ml] IGF-I 500 450 400 350 300 250 200 150 100 50 0 Patient ("IGF-I-om"; 1053 ng/ml) Normalserum-Pool (204 ng/ml) 40 50 60 70 80 90 100 110 120 Fraktions- Nummer (4 Fraktionen "gepooled") Abb. 4: pH-saure Biogel P-60 Gelfiltration des normalen, gepoolten Serums (Kreise) und des Patientenserums mit paraneoplastischer IGF-I-Produktion („IGF-I-om“; Punkte). 5-fach höheres immunreaktives Gesamt-IGF-I im Patientenserum als im Normalserum ohne sichtbaren Unterschied der Molekularmassen. Die Sephadex G-200 Gelfiltration im neutralen pH-Wertbereich ergab, dass sowohl der große, ternäre (150 kDa) als auch der kleinere, binäre (50 kDa) IGFBindungsproteinkomplex (Abb. 5 A) im Serum der Patientin deutlich mehr IGF-I enthielt als bei Gesunden, wobei der Gehalt an IGF-II im Patientenserum und Gesundenserum ähnlich war (Abb. 5 B). Im Ligandenblot (Abb. 5 C und D) wird sichtbar, dass der Großteil des IGFBP-3 mit dem 150 kDa-Komplex assoziiert ist. 17 150 kD Komplex 50 kD Komplex 40 IGF-I [ng/ml] 35 30 Patient I ("IGF-1-om") Normalserum -„Pool“ 25 20 15 10 5 0 40 40 45 50 55 60 65 70 75 40 45 50 55 60 65 70 75 IGF-II [ng/ml] 35 30 25 20 15 10 5 0 Abb. 5A und Abb. 5B: pH-neutrale Sephadex G-200 Gelfraktionierung des normalen, gepoolten Serum (Kreise), des Patientenserums mit paraneoplastischer IGF-I-Produktion („IGF-I-om“) sowie anschließendes Radioimmunoassay von IGF-I (A) und IGF-II (B). Abb. 5C und Abb. 5D: 125IGF-I Ligandenblots derselben Komponenten nach SDS/PAGE. C: Normales, gepooltes Serum. D: Patientin mit paraneoplastischer IGF-I-Produktion („IGF-I-om“). Banden: Komponenten der Gelfiltration aus Graphik A und B. Bande 1: Marker des Molekulargewichts (kD). Bande 2 und 3 (mit N und P markiert): unfraktioniertes Serum (N: normales, gepooltes Serum; P: Patientin). 18 Es gab keinen offensichtlichen Unterschied zwischen den IGF Bindungsproteinmustern der Patientin und Gesunden. Die überwiegende Assoziation des IGFBP-3 mit dem ternären (150 kDa) Komplex wurde nochmals durch die Anwendung eines neuen Immunoassay [26] bestätigt, welches das IGFBP-3 zu 89 % gebunden im 150 kDa Komplex zeigt (Normalbereich: 80-90 %[23]). Nach Präinkubation des Serums mit 125 J-IGF-I und anschließender Sephadex G-200 Gelfiltration [9] zeigte das Muster des Serums unserer Patientin mit paraneoplastischer IGF-I-Produktion in der Radiochromatographie eine ähnliche radioaktiv markierte Bindung zum ternären 150 kDa-Komplex, aber weniger Bindung zum binären 50 kDa-Komplex und folglich eine größere Menge an ungebundenem 125 J-IGF-I (Abb. 6). 125 125 J-IGF-I [cpm.10-3] Patient ("IGF-I-om") 10 9 8 7 6 5 4 3 2 1 0 Normalserum"Pool" 50 kDKomplex J-IGF-I 125 J 150 kDKomplex 0 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 Fraktions-Nummer Abb. 6: Radiochromatographisches Muster des mit 125J-IGF-I versetzten Serums. Normales, gepooltes Serum (Kreise) und Serum unserer Patientin (Punkte) separiert durch pH-neutrale Sephadex G-200 Gelfiltration. Die Positionen des 150 kDa und 50 kDa IGF-Bindungsproteinkomplexes, des jodierten IGF-I sowie des 125Jod sind durch Pfeile markiert. 19 IV. 5. Wachstumshormon-Sekretion und Hypophysen-Funktion: Gelegenheitsmessungen von Wachstumshormon (GH) -Konzentrationen waren normwertig (3.0 ± 1.6 μg/l, n = 3), angesichts der niedrigen Glukosekonzentrationen eher als niedrig einzuschätzen. Nach oraler Gabe von 75 g Glukose, fielen die GH-Konzentrationen nach 120 min auf 0.5 μg/l ab (normale Suppression). Dennoch führte die intravenöse Gabe von Arginin (0.5 g pro kg Körpergewicht über 30 min) zu keiner Stimulation der GH-Sekretion über 1.4 μg/l (der Ausgangswert lag bei 0.2 μg/l). Ebenso führte die intravenöse Gabe von GH-ReleasingHormon (GRH, 50 μg, Ferring Arzneimittel GmbH, Kiel, Deutschland) nach 60 min nur zu einem Anstieg der Wachstumshormonkonzentration von 0.4 auf 1.1 μg/l im Rahmen eines HVL-Stimulationstest mit kombinierter Gabe von thyreotropem Releasinghormon (TRH), corticotropem Releasinghormon (CRH) und gonadotropem Releasinghormon (GnRH). TSH stieg von 0.27 auf 2.93 mU/l (Normalbereich: > 2.5 mU/l) an. Luteinisierendes Hormon (20.4 U/l) und follikelstimulierendes Hormon (37.1 U/l) waren erhöht (Menopause) mit einem weiteren Anstieg nach Stimulation. Die Cortisolspiegel waren basal hoch (23.5 μg/dl) und stiegen nach CRH-Stimulation nicht weiter an. IV. 6. Hepatische Katheterisierung: Vor dem Hintergrund, dass IGF-I im Serum hauptsächlich aus hepatischer Sekretion stammt, wurden die Blutproben zur Bestimmung von Wachstumshormon, IGF-I, Glukose, Insulin und C-Peptid simultan aus der rechten V. hepatica und der A. radialis entnommen (Abb. 7). Bei einer basalen Plasmaglukosekonzentration von 41-47 mg/dl (2.3-2.6 mmol/l) war kein arteriell-hepatovenöser IGF-I-Gradient messbar und die Insulin und C-Peptid-Konzentrationen waren niedrig (supprimiert). Der hepatische Blutfluss betrug 537 ml/min. Während der intravenösen Gabe von Somatostatin fiel die Plasmaglukosekonzentration ab auf 27 mg/dl (1.5 mmol/l), was eine intravenöse Gabe von Glukose notwendig machte. Die Wachstumshormonspiegel waren durch Somatostatin supprimiert. Der hepatische Blutfluss war diskret niedriger (500 ml/min) als in der Basalphase und wieder kam es zu keiner evidenten hepatischen IGF-I Produktion (Abb. 7). 20 Somatostatin 100 Glukose [mg/dl] 7 80 6 5 60 4 40 3 2 20 0 -10 B 1 0 12 10 IGF-I 8 hepato-venˆö s 6 IGF-I: oberer Normalwert 400 200 0 -10 0.5 2 GH 0 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 70 60 0.4 50 0.3 40 C-Peptid Insulin 0.2 0.1 0.0 -10 4 30 20 Insulin [mU/l] C-Peptid [nmol/l] C 0 GH [ng/ml] IGF-I [ng/ml] 1000 600 10 20 30 40 50 60 70 80 90 arteriell 1200 800 8 Glukose-Infusion [mg.kg-1.min-1] A 10 0 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 Zeit [min] Abb. 7A - 7C: Plasmaglukose und Glukoseinfusionsraten (A), IGF-I und GH-Konzentrationen (B), Insulin und C-Peptid-Konzentrationen (C) vor (0-30 min) und während (0-90 min) der intravenösen Somatostatingabe (Bolus: 250 μg, 500 μg/h). Rauten: arterielle IGF-I-Konzentrationen, Punkte: hepatovenöse IGF-I-Konzentrationen. Die Glukosekonzentrationen waren unter Somatostatin erniedrigt. Höhere IGF-I-Konzentrationen arteriell als hepatovenös zum Zeitpunkt 0 Minuten. Insulin und C-Peptid waren während des Versuchs supprimiert. 21 IV. 7. Serielle venöse Blutentnahmen: Blutproben wurden zentral sowie peripher venös entnommen, um die Quelle der IGF-I Überproduktion zu lokalisieren (Tabelle 2). Eine eindeutige Lokalisation ergab sich nicht. Die höchsten Werte fanden sich in der rechten V. jugularis, in Nähe der Speicheldrüse und des rechten Vorhofs. Tabelle 2: Insulin-like Growth Factor I-Konzentrationen in verschiedenen Blutproben aus dem zentralen und peripheren Venensystem. Region Lokalisation links Cervix V. jugularis interna n.d. 540 V. jugularis externa 479 n.d. V. subclavia n.d. 380 Thorax Abdomen mediana V. cava superior 476 rechter Vorhof 523 rechts hepatische Vene 490 458 Nierenvene 535 399 V. cava inferior 318 V. iliaca communis 390 472 IGF-I-Konzentrationen [μg/l] als Ergebnisse von Einzelbestimmungen. a : unpaare Organe. 22 IV. 8. Speicheldrüsen und Tränendrüsen: Vor dem Hintergrund, dass Speicheldrüsen ebenfalls IGF-1 exprimieren und sich das Ausmaß der Expression vom Sjögren-Syndrom unterscheiden könnte, wurde eine beidseitige Sialographie der Speicheldrüsen durchgeführt. Diese zeigte eine für das Sjögren-Syndrom typische Gangunregelmäßigkeit im Rahmen einer Sialadenitis (Abb. 8 A). Eine Speicheldrüse wurde chirurgisch entfernt und erwies sich histologisch als chronisch lymphozytäre Sialadenitis (Abb. 8 B). Dennoch – es zeigte sich in der immunhistochemischen Untersuchung keine evidente IGF-I Überproduktion im Vergleich zu gesunden Speicheldrüsen (ohne Abb.). Der Schirmer-Test (linkes Auge: 5 mm; rechtes Auge: 3 mm) ergab eine Xerophthalmie. Abb. 8 A - 8C: Speicheldrüse als potentielle Quelle der IGF-I-Produktion. A: Sialogramm mit typischen Speicheldrüsengangunregelmäßigkeiten wie Sjögren-Syndrom. B: Lymphozytäre Sialadenitis (HE-Färbung). C: Immunhistochemischer Nachweis von IGF-I in Gangstrukturen der Speicheldrüse. 23 IV. 9. Bildgebende Verfahren: Im Rahmen der Aufnahmeuntersuchung war ein Röntgen-Thorax und eine Abdomensonographie ohne pathologischen Befund. Eine Somatostatin-Rezeptor-Szintigraphie zeigte keinen somatostatinrezeptorpositiven Tumor. Der erhöhte Uptake an Pentatreotid im Bereich der Ethmoidalzellen ließ sich auf eine Schleimhautreaktion zurückführen, die auch computertomographisch nachzuweisen war. Eine Computertomographie der Halsregion zeigte die bilateral vergrößerten Speichel- sowie Submandibulardrüsen. Eine durchgeführte Mammographie war normal. IV. 10. Behandlung und Nachbeobachtung: In Analogie zur Behandlung einer IGF-II-vermittelten Tumorhypoglykämie, wurde eine subkutane Wachstumshormontherapie (Norditropin, Novo Nordisk, Mainz, Deutschland) eingeleitet mit initial 2 IE, im Verlauf 4 IE s.c. pro Tag. Bei protrahiert niedrigen Blutzuckerwerten von 52-58 mg/dl (2.9-3.2 mmol/l) nach 4 Tagen Therapie, wurde zusätzlich Prednisolon in einer Dosis von 40 mg pro Tag gegeben. Hypoglykämische Episoden blieben aus und die Blutzuckerwerte stiegen auf 110-200 mg/dl (6.1-11.1 mmol/l) an. Die Dosis von Wachstumshormon und Prednisolon wurde schrittweise reduziert auf respektive 1.2 IE s.c. und 2.5 mg per os pro Tag ohne Wiederauftreten von Hypoglykämien (Abb. 2). Unter Therapie mit Wachstumshormon und Prednisolon kam es zu keiner Änderung der IGF-I-Konzentrationen (vorher: 588 ± 91 μg/l, n = 9; nachher: 658 ± 77 μg/l, n = 9; p = 0.56 im Students t-Test). Insulin basal stieg von 2.6 ± 2.4 mU/l (n = 4) auf 29.8 ± 5.4 mU/l (n = 5; p = 0.004), und C-Peptid von 0.13 ± 0.05 nmol/l (n = 3) auf 0.82 ± 0.27 nmol/l (n = 6; p = 0.047). Sieben Monate nach der stationären Aufnahme zur Abklärung der Hypoglykämien, tastete die Patientin einen Knoten in der rechten Achselhöhle. Hier konnte ein Lymphknoten von 3.5 cm Durchmesser chirurgisch entnommen werden. Die histologische Untersuchung ergab ein undifferenziertes großzelliges Karzinom (Abb. 9 A), eine zusätzliche immunhistochemische Untersuchung zeigte eine IGF-I Expression in den Tumorzellen (Abb. 9 B). Eine Computertomographie zeigte multiple, kleine pulmonale Raumforderungen, passend zu einem metastasierendem primären Bronchialkarzinom (Abb. 9 C und D). Ein anderer Primärtumor konnte nicht gefunden werden. 24 Abb. 9 A - 9D: Undifferenziertes Bronchialkarzinom als wahrscheinliche Lokalisation der IGF-IProduktion. A: Histologie des Tumors (Biopsie einer axillären Lymphknotenmetastase); HE-Färbung (120-fach). B: immunhistochemischer Nachweis von IGF-I im Zytoplasma der Tumozellen (Pfeile). C: untere Schichten des CT-Thorax rechts mit einer pulmonalen Raumforderung (Pfeil) nahe der parietalen Pleura. D: mittlere Schichten des CT-Thorax rechts mit einem Rundherd (pulmonale Metastase; Pfeil). 25 V. Diskussion: Die hier beschriebene Patientin litt unter schweren, rezidivierend auftetenden Hypoglykämien ohne Hyperinsulinämie. Nach Ausschluss einer Hypophysenund Nebenniereninsuffizienz als Ursache der Hypoglykämie, suchten wir nach einer IGF-II induzierten NICTH. Große, tumoröse Raumforderungen wie für dieses Syndrom typisch [8, 10], fehlten bei unserer Patientin offensichtlich. Darüberhinaus lagen sogar die Serumkonzentrationen des Gesamt-, freien und „big“-IGF-II sowie auch des IGFBP-3 im Referenzbereich (Tabelle 1). Diese Befunde unterscheiden sich wesentlich von denen bei einem Patienten mit IGF-II-vermittelten Tumorhypoglykämien [9, 10, 22]. Da es sich auf der Grundlage unserer Befunde bei unserer Patienten offensichtlich nicht um IGF-II-vermittelte Hyopoglykämien handelte, untersuchten wir das Serum-IGF-I unserer Patientin. Unter verschiedenen Untersuchungsbedingungen waren stets erhöhte IGF-I-Serumkonzentrationen zu finden. Die Serumspiegel des Gesamt-IGF-I waren nahezu um das 3-fache, das freie IGF-I um das 10-fache des mittleren Normalwertes erhöht (Tabelle 1). Es wurde bereits früher gezeigt, dass Gesamt- und freies IGF-I in dieser Konzentration insulinähnliche Wirkung auf den Glukosemetabolismus haben und dass die exogene Zufuhr von IGF-I Hypoglykämien verursacht [15, 27-29]. Da wir bei der Patientin initial keine Anzeichen auf Vorliegen einer Neoplasie hatten, untersuchten wir die Speicheldrüsen der Patientin, die beim Sjögren-Syndrom mitbetroffen sind. Eine Drüse wurde exstirpiert (Abb. 8 B,C) und Blutproben aus Halsvenen und anderen Bereichen entnommen (Tabelle 2). Diese Untersuchungen ergaben kein richtungsweisendes Ergebnis. Schließlich wurde einige Monate später eine Lymphknotenmetastase diagnostiziert, als Primärtumor kam am ehesten ein Bronchialkarzinom in Betracht. In diesem Metastasengewebe war eine Überexpression an IGF-I nachzuweisen (Abb. 9). Eine Expression und Sekretion von IGF-I aus einem disseminiert wachsenden, hauptsächlich pulmonal lokalisierten Tumor passt zu dem fehlenden Nachweis irgenteines umschriebenen, zeitweisen IGF-I Konzentrationsanstieges in einem der venösen Entnahmebereiche, eingeschlossen des hepatischen Venensystems (Abb. 7). Offensichtlich ist, dass eine Überproduktion von IGF-I Ursache der Hypoglykämien war mit Nachweis von erhöhten Serumkonzentrationen von Gesamtund freiem IGF-I (Abb. 4 und 5). Während der hypoglykämischen Episoden fanden sich supprimierte Insulin- und C-Peptid-Werte im Serum, einerseits bedingt durch niedrige Blutglukosespiegel, andererseits aber möglicherweise durch eine direkt inhibitorische Wirkung des IGF-I auf die Β-Zellen des Pankreas [30]. 26 Die Wachstumshormon-Antwort auf die Arginin- und GRF-Stimulation war diskret supprimiert und könnte im Rahmen des IGF-I verursachten negativen Feedbacks mit konsekutiv eingeschränkter GH-Sekretion [31] erklärt werden, wie auch bei NICTH [9, 22]. Bei erhöhten Serumkonzentrationen beider Peptide fällt die anabolische Wirkung von Wachstumshormon und IGF-I mehr ins Gewicht [32], so dass das das Fehlen akromegaler Körpermerkmale vielmehr durch niedrige Wachtumshormonspiegel erklärt werden kann. Frühere Berichte über IGF-II-assoziierte NICTH veranschaulichen doch charakteristische Strukturänderungen bei den zirkulierenden IGF-Bindungsproteinen. In der Regel sind 80-90 % der zirkulierenden IGF-I und -II-Moleküle im ternären 150 kDa-Komplex gebunden, zusammen mit ihrem Bindungsprotein-3 und der zugehörigen säurelabilen Untereinheit (ALS). IGFBP-3 und ALS sind beide GH-abhängig, sodass die Bildung des ternären Komplexes unter normalen Bedingungen die „integrierte“ Wachstumshormon-Sekretion wiederspiegelt [33]. Die bei IGF-II-vermittelten NICTH deutlich supprimierte GH-Sekretion ist wahrscheinlich auf die inhibitorische Wirkung des „big“-IGF-II im Rahmen eines negativen Feedback zurückzuführen. Dies könnte auch erklären, warum bis zu 80 % des IGF-Pools verschoben ist in den binären Komplex (50 kDa) [9, 22]. Da das an den niedermolekularen binären Komplex gebundene IGF-I in der Lage ist, die Kapillarwände zu passieren, könnte dieser „IGF-Shift“ die entscheidende Rolle in der Pathophysiologie der NICTH spielen [9, 22]. Wenn auch bei unserer Patientin der größte Anteil an erhöhtem zirkulierenden IGF-I im ternären Komplex (150 kDa) gebunden war, so war dennoch die Menge an IGF-I im binären Komplex (50 kDa) erhöht (Abb. 5). Da ebenfalls freies IGF-I deutlich erhöht war, nehmen wir an, dass diese beiden Komponenten für die Entwicklung der Hypoglykämien verantwortlich waren, ähnlich wie bei der IGF-II-vermittelten NICTH. Im Unterschied zur „klassischen“ NICTH, war IGFBP-2 bei unserer Patientin erniedrigt und IGFBP-1 im oberen Normbereich. Eine Erhöhung von IGFBP-1 und -2 ist der Insulinsuppression, wie sie bei beiden Syndromen vorkommt [34], wahrscheinlich in der Bedeutung untergeordnet (Abb. 1 und 2). Bei unserer Patientin aber waren weder IGFBP-1 noch IGFBP-2 erhöht (Tabelle 1), trotz deutlich erniedrigter Insulinkonzentrationen (Abb. 1 und 2). Unterschiede zwischen „klassischer“ NICTH und IGF-I-vermittelter Hypoglykämie sind in Tabelle 2 zusammengefasst. Die gleiche therapeutische Strategie wie bei IGF-II-vermittelter NICTH (Wachstumshormon und Glukokortikoide) beschrieben, wandten wir bei unserer Patientin an. Diese Therapie erwies sich als sehr effektiv mit sofortigem Ausbleiben hypo27 glykämischer Episoden. Der anti-hypoglykämische Effekt der Therapie ist zurückzuführen auf eine GH-induzierte Stimulation des IGFBP-3 [25], die das freie IGF-I gebunden haben kann, wichtiger aber, auf eine GH- und Glukokortikoidinduzierte Insulinresistenz [35, 36], die wahrscheinlich noch zusätzlich die insulinähnliche Wirkung des IGF-I limitiert. Ebenso könnte es auch sein, dass GH und Glukokortikoide die tumorbedingte IGF-I-Produktion vermindern [37]. Schlussfolgernd wurden bei einer Patientin mit einem undifferenzierten, großzelligen Bronchialkarzinom hypoglykämische Episoden beobachtet, die durch eine Überproduktion von IGF-I seitens des Tumors verursacht wurden. Folglich können paraneoplastische NICTH nicht nur durch Hypersekretion von IGF-IIMolekülen und seiner Vorstufen hervorgerufen werden, sondern auch durch IGF-I. Die symptomatischeTherapie mit Wachstumshormon und Glukokortikoiden kann bei beiden Syndromen erfolgreich hypoglykämische Episoden vermeiden. 28 VI. Literaturverzeichnis [1] Marks, V., Samols, E. (1974). Insulinoma: natural history and diagnosis. Clin Gastroenterol 3, 559-573. [2] Service, F.J. (1995). Hypoglycemic disorders. N Engl J Med 332, 11441152. [3] Nauck, M., Creutzfeldt, W. (1991). Insulin-producing tumors and the insulinoma syndrome. In: Dayal, Y. (Hrsg.). CRC press. Boca Raton, FA 1991, 195-225. [4] Seckl, M.J., Mulholland, P.J., Bishop, A.E., Teale, J.D., Hales, C.N., Glaser, M., Watkins, S., Seckl, J.R. (1999). Hypoglycemia due to an insulinsecreting small-cell carcinoma of the cervix. N Engl J Med 341, 733-736. [5] Lloyd, R.V., Erickson, L.A., Nascimento, A.G., Klöppel, G. (1999). 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Enhancement of the anabolic effects of growth hormone and insulin-like growth factor 1 by use of both agents simultaneously. J Clin Invest 91, 391396. [33] Olivecrona, H., Hilding, A., Ekström, C., Barle, H., Nyberg, B., Möller, C., Delhanty, P.J., Baxter, R.C., Angelin, B., Ekström, T.J., Tally, M.(1999). Acute and short-term effects of growth hormone on insulin-like growth factors and their binding proteins: serum levels and hepatic messenger ribonucleic acid responses in humans. J Clin Endocrinol Metab 84, 553560. [34] Blum, W.F., Horn, N., Kratzsch, J., Jørgensen, J.O.L.. (1993). Clinical studies of IGFBP-2 by radioimmunoassy. Growth Regul 3, 100-103. 31 [35] Rizza, R.A., Mandarino, L., Gerich, J.E. (1982). Effects of growth hormone on insulin action in man. Mechanisms of insulin resistance, impaired suppression of glucose production, and impaired stimulation of glucose utilization. Diabetes 31, 663-669. [36] Rizza, R.A., Mandarino, L.J., Gerich, J.E. (1982). Cortisol-induced insulin resistance in man: impaired suppression of glucose production and stimulation of glucose utilization due to a postreceptor detect of insulin action. J Clin Endocrinol Metab 54, 131-138. [37] Baxter, R.C., Holman, S.R., Corbould, A., Stranks, S., Ho, P.J., Braund, W. (1995). Regulation of the insulin-like growth factors and their binding proteins by glucocorticoid and growth hormone in nonislet cell tumor hypoglycemia. J Clin Endocrinol Metab 80, 2700-2708. 32 Eigene wissenschaftliche Tätigkeiten / Publikationen 05/99 „Manifestation eines Typ-1 Diabetes bei einem Pat. mit Hepatitis C während einer Therapie mit α-Interferon und Ribavirin“. 34. Jahrestagung der Deutschen Diabetes Gesellschaft. Diabetes und Stoffwechsel, Band 8, SupplementHeft 1, 1999. 10/99 Freier Vortrag „Erstbeschreibung von spontanen IGF-1induzierten Hypoglykämien“. 178. Jahrestagung der Rheinisch-Westfälischen Gesellschaft für Innere Medizin, Düsseldorf. 10/99 „Manifestation Of Type 1 Diabetes Mellitus in a patient With Hepatitis C During Therapie With α-Interferon and Ribavirin“. Diabetologia (1999), 42: Supplement 1:I-V. 01/00 „Erstbeschreibung von paraneoplastischen SpontanHypoglykämien durch erhöhte IGF-I-Konzentrationen“ 5. Jahrestagung d. Nordrhein-Westfälischen Gesellschaft für Endokrinologie und Diabetologie, Bad Oeynhausen 05/00 Freier Vortrag „Organische Hypoglykämien induziert durch paraneoplastische Sekretion“. 106. Kongress der Deutschen Gesellschaft f. Innere Medizin, Wiesbaden. Medizinische Klinik 2000; 95: Abstract-Band I 06/00 „Erstbeschreibung von paraneoplastischen SpontanHypoglykämien durch erhöhte IGF-I-Konzentrationen“, 35. Jahrestagung der Deutschen Diabetes Gesellschaft, München. Experimental and Clinical Endocrinology & Diabetes. Supplement Band 1, 2000. 05/01 „Untersuchung einer Arbeitnehmer-Population auf kardiovaskuläre Risikofaktoren“. 36. Jahrestagung der DDG, Aachen. Diabetes und Stoffwechsel, Band 10, Supplement-Heft 1, 2001. 05/03 „Kongnitive Leistung von Pat. mit Diabetes mellitus Konsequenz für eine strukturierte Diabetesschulung?“. 38. Jahrestagung der DDG in Bremen. Diabetes und Stoffwechsel, Band 12, Supplement-Heft 1, 2003. 33 VII. Danksagung: Ich bedanke mich herzlich bei Herrn Prof. Dr. Wolff Schmiegel, in dessen Abteilung die eingehende Diagnostik bei der beschriebenen Patientin mit seiner immerwährenden Unterstützung durchgeführt wurde und bei Herrn Prof. Dr. Michael Nauck für die fachliche Anleitung bei der differentialdiagnostischen Untersuchung, bei der Auswertung, der Vermittlung von Laboratorien für Spezialanalysen, der Darstellung und Interpretation der Ergebnisse und Überlassung des Dissertationsthemas. Ich bedanke mich bei Dr. Jan Frystyk und Dr. Allan Flyvbjerg, Medizinisches Forschungslabor des Instituts für Experimentelle Klinische Forschung, Universitätsklinik Aarhus, Dänemark, für Hilfe bei der Bestimmung der freien IGF-Proteine I und II, bei Prof. Dr. Paul-Georg Lankisch, Abteilung für Innere Medizin, Städtische Kliniken Lüneburg, Deutschland, für die Überlassung klinischer Daten zu der beschriebenen Patientin, bei Prof. Dr. Werner Blum, Abteilung für Pädiatrie, Justus-Liebig-Universität Giessen/Eli Lilly & Co., Bad Homburg, Deutschland, für Hilfe bei der Bestimmung der IGF-Bindungsproteine 2 und 3. Prof. Dr. Günter Klöppel, Abteilung für Pathologie der Christian-Albrecht-Universität Kiel, Deutschland, gebührt Dank für die histologische Aufbereitung sowie der immunhistochemischen Untersuchungen des Lymphknotengewebes und des Speicheldrüsengewebes. Prof. Dr. Jürgen Zapf und Frau Cornelia Zwimpfer, Abteilung für Innere Medizin, Universitätsklinik Zürich, Schweiz, danke ich für Hilfe bei der Bestimmung des Gesamt-IGF-II und des „big“-IGF-II sowie der Gelchromatographischen Analysen des Serums hinsichtlich Molekulargewicht des IGF-II und der Assoziation mit den beiden IGF-Bindungsprotein-Komplexen. Ich danke außerdem Frau Dr. Dirkes-Kersting, Hygieneinstitut des Ruhrgebietes (Direktor: Prof. Dr. med. N. Dickgießer), Gelsenkirchen, Deutschland, für die Messungen von IGF-I und GH; Frau Sabine Richter und Herrn Thomas Gottschling für ihre Hilfe bei den Laboranalysen; Priv. Doz. Dr. Michael König und Prof. Dr. Lothar Heuser, Abteilung für Radiologie, Universitätsklinik Knappschafts-Krankenhaus Bochum-Langendreer, für die bildgebenden und radiologisch-interventionellen Untersuchungen (Sialographie, selektive Venenkatheterisierung) sowie Prof. Dr. Machtens, Abteilung für Mund-Kiefer-Gesichts-Chirurgie, Universitätsklinik Knappschafts-Krankenhaus Bochum-Langendreer, für die Durchführung der Speicheldrüsenbiopsie. Ich danke Frau Sabine Petrick für Hilfe bei der Anfertigung von Abbildungen. 34 VIII. Lebenslauf Figge, Anja Margarete Geburtsdatum/-ort 19.07.1969 in Hagen / NRW Staatsangehörigkeit deutsch Schulbildung/Ausbildung 1976 -1980 1980 -1989 1989 -1990 Grundschule Gymnasium Hohenlimburg und Gymnasium Hildegardis Abschluss der Allgemeinen Hochschulreife Ausbildung zur Fremdsprachenkorrespondentin Wirtschaftsenglisch und Wirtschaftsfranzösisch Abschluss und Prüfung an der IHK Dortmund Studium 1990 -1991 Studium der Medizinpublizistik und Sozialwissenschaften an der Ruhr-Universität Bochum 10/91-10/97 Studium der Humanmedizin an der Ruhr-Universität Bochum 8/93 Ärztliche Vorprüfung 8/94 Erster Abschnitt der Ärztlichen Prüfung 8/96 Zweiter Abschnitt der Ärztlichen Prüfung 10/97 Dritter Abschnitt der Ärtzlichen Prüfung Praktisches Jahr (PJ) und Auslandsaufenthalt: Universitätsklinik von Sao Paulo, Hospital das Clinicas, Brasilien (Chirurgie) Medizinische Klinik des Evangelischen Krankenhauses Herne, Prof. Dr. Hackenberg (Innere Medizin) Westfälisches Zentrum für Psychiatrie, Dortmund (Wahlfach Psychiatrie) 10/97- 05/98 Abschluss Grundstudium der Sozialwissenschaften 35 Berufliche Aus-und Weiterbildung 06/98 -12/99 Ärztin im Praktikum, Medizinische Universtitätsklinik, Knappschafts-Krankenhaus Bochum, Prof. Dr. Wolff Schmiegel Seit 12/99 Assistenzärztin, Medizinische Universitätsklinik, Knappschafts-Krankenhaus Bochum, Prof. Dr. Wolff Schmiegel 36 37
