Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover

Tierärztliche Hochschule Hannover
Untersuchungen zur Sanierung von
Staphylococcus aureus- Mastitiden mittels
stallspezifischer Vakzinen in Schaf- und
Ziegenherden
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae ( Dr. med. vet. )
vorgelegt von
Julia Jokiel
Bremen
Hannover 2009
Wissenschaftliche Betreuung:
Prof. Dr. M. Ganter (Klinik für kleine Klauentiere
und forensische Medizin und Ambulatorische Klinik)
1. Gutachter:
Prof. Dr. M. Ganter
2. Gutachter:
Prof. Dr. P. Valentin-Weigand
Tag der mündlichen Prüfung:
29.05.2009
Inhaltsverzeichnis
Inhaltsverzeichnis
ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS ....................................................................................
ABBILDUNGSVERZEICHNIS......................................................................................
TABELLENVERZEICHNIS ..........................................................................................
1
EINLEITUNG..................................................................................................... 23
2
LITERATURÜBERSICHT ................................................................................. 25
2.1
Staphylococcus aureus............................................................................... 25
2.2
Epidemiologie von S. aureus-Mastitiden ................................................... 26
2.3
Pathogenese von S. aureus-Mastitiden ..................................................... 27
2.4
S. aureus als Mastitiserreger bei Schafen und Ziegen ............................. 30
2.5
S. aureus-Mastitis-Diagnostik..................................................................... 31
2.5.1 Erregernachweis ........................................................................................ 31
2.5.1.1 Kulturelle Untersuchung...................................................................... 31
2.5.1.2 PCR .................................................................................................... 33
2.5.2 Zytologische Untersuchung von Milchproben............................................. 35
2.5.2.1 Physiologischer Zellgehalt von Schaf- und Ziegenmilch ..................... 36
2.5.2.2 Vergleichbarkeit von California Mastitis Test (CMT) und somatischem
Zellgehalt (SCC)................................................................................................ 38
2.5.2.3 Entwicklung des Zellgehalts bei Nachweis von S. aureus................... 39
2.6
Bekämpfung der S. aureus-Mastitis ........................................................... 40
2.6.1 Antibiotikatherapie...................................................................................... 40
2.6.1.1 Laktationsantibiose ............................................................................. 42
Inhaltsverzeichnis
2.6.1.2 Trockenstellen unter antibiotischem Schutz ........................................ 43
2.6.2 Maßnahmen im Herdenmanagement......................................................... 44
2.6.3 Vakzination................................................................................................. 46
2.6.3.1 Zusammensetzung von S. aureus-spezifischen Vakzinen .................. 47
2.6.3.1.1 Antigene .......................................................................................... 47
2.6.3.1.1.1 Lebende Bakterien ................................................................... 47
2.6.3.1.1.2 Abgetötete (inaktivierte) Bakterien ........................................... 49
2.6.3.1.1.2.1 Stallspezifische Vakzinen .................................................. 49
2.6.3.1.1.3 Toxoide..................................................................................... 50
2.6.3.1.1.4 Kapsel und Pseudokapsel ........................................................ 51
2.6.3.1.1.5 Clumping Faktor A (ClfA).......................................................... 51
2.6.3.1.1.6 Protein A................................................................................... 52
2.6.3.1.1.7 Weitere Antigene...................................................................... 52
2.6.3.1.2 Adjuvantien...................................................................................... 53
2.6.3.2 Applikationsformen.............................................................................. 54
2.6.3.2.1 Systemisch ...................................................................................... 54
2.6.3.2.2 Lokal – nahe Lnn. inguinales superficiales ...................................... 55
2.6.3.2.3 Lokal – intrazisternal (i.z.)................................................................ 55
2.6.3.3 Applikationszeitpunkt .......................................................................... 56
2.6.4 Kombination von Vakzination und Antibiose .............................................. 57
3
MATERIAL UND METHODEN.......................................................................... 59
3.1
Vorversuch ................................................................................................... 59
3.2
Versuchstiere ............................................................................................... 59
3.2.1 Betrieb A .................................................................................................... 60
3.2.2 Betrieb B .................................................................................................... 61
3.3
Versuchsaufbau........................................................................................... 61
3.3.1 Impfung ...................................................................................................... 61
3.3.2 Milchproben................................................................................................ 63
Inhaltsverzeichnis
3.4
Impfstoff ....................................................................................................... 64
3.5
Analytische Methoden................................................................................. 65
3.5.1 Bakteriologische Untersuchungen.............................................................. 65
3.5.1.1 Kulturelle Untersuchung...................................................................... 65
3.5.1.2 Resistenztests..................................................................................... 66
3.5.1.3 S. aureus-spezifische PCR ................................................................. 66
3.5.1.3.1 DNA-Isolierung ................................................................................ 66
3.5.1.3.2 Photometrische Messung des DNA-Gehaltes ................................. 68
3.5.1.3.3 Replikation der DNA mittels PCR .................................................... 68
3.5.1.3.4 Agarose-Gelelektrophorese............................................................. 70
3.5.1.3.5 Auswertung der Gele....................................................................... 70
3.5.1.4 Typisierung einiger S. aureus-Isolate mittels DNA-Microarray ............ 71
3.5.2 Zytologische Untersuchungen.................................................................... 71
3.5.2.1 Bestimmung des Zellgehalts ............................................................... 71
3.5.2.2 Semiquantitative Bestimmung des Zellgehalts mittels California Mastitis
Test (CMT) ........................................................................................................ 72
3.6
Statistische Auswertung ............................................................................. 72
3.6.1 Häufigkeiten (Chi-Quadrat-Homogenitätstest und McNemar-Test)............ 73
3.6.2 Gehalte an somatischen Zellen und CMT-Werte (Wilcoxon’s two sample test
und Wilcoxon’s signed rank test) .......................................................................... 73
4
ERGEBNISSE................................................................................................... 74
4.1
Vorversuch ................................................................................................... 74
4.2
Ergebnisse bakteriologischer Untersuchungen ....................................... 75
4.2.1 Vergleichbarkeit von kultureller Untersuchung und PCR............................ 75
4.2.2 Resistenztests ............................................................................................ 76
4.2.3 Typisierung einiger S. aureus-Isolate mittels DNA-Microarray ................... 77
4.3
Effekte der Vakzination in den Betrieben .................................................. 78
4.3.1 Betrieb A .................................................................................................... 78
Inhaltsverzeichnis
4.3.1.1 Impfreaktionen .................................................................................... 78
4.3.1.2 S. aureus-Prävalenz............................................................................ 79
4.3.1.2.1 Entwicklung im gesamten Tierbestand ............................................ 79
4.3.1.2.2 Entwicklung in der Impfgruppe s.c................................................... 81
4.3.1.2.3 Entwicklung in der Impfgruppe i.z.................................................... 82
4.3.1.2.4 Impfgruppenvergleich ...................................................................... 83
4.3.1.3 Gehalt an somatischen Zellen............................................................. 84
4.3.1.3.1 Entwicklung im gesamten Tierbestand ............................................ 84
4.3.1.3.2 Entwicklung in der Impfgruppe s.c................................................... 86
4.3.1.3.3 Entwicklung in der Impfgruppe i.z.................................................... 87
4.3.1.3.4 Impfgruppenvergleich ...................................................................... 89
4.3.1.3.5 Vergleich S. aureus-positiver und -negativer Milchproben .............. 90
4.3.2 Betrieb B .................................................................................................... 92
4.3.2.1 Impfreaktionen .................................................................................... 92
4.3.2.2 S. aureus-Prävalenz............................................................................ 93
4.3.2.2.1 Entwicklung im gesamten Tierbestand ............................................ 93
4.3.2.2.2 Entwicklung in der Impfgruppe s.c................................................... 95
4.3.2.2.3 Entwicklung in der Impfgruppe i.z.................................................... 96
4.3.2.2.4 Impfgruppenvergleich ...................................................................... 96
4.3.2.2.5 Entwicklung im Schafbestand.......................................................... 97
4.3.2.2.6 Entwicklung im Ziegenbestand ........................................................ 98
4.3.2.2.7 Tierartvergleich................................................................................ 99
4.3.2.3 Gehalt an somatischen Zellen........................................................... 100
4.3.2.3.1 Entwicklung im gesamten Tierbestand .......................................... 100
4.3.2.3.2 Entwicklung in der Impfgruppe s.c................................................. 101
4.3.2.3.3 Entwicklung in der Impfgruppe i.z.................................................. 102
4.3.2.3.4 Impfgruppenvergleich .................................................................... 104
4.3.2.3.5 Entwicklung im Schafbestand........................................................ 105
4.3.2.3.6 Entwicklung im Ziegenbestand ...................................................... 106
4.3.2.3.7 Tierartvergleich.............................................................................. 107
4.3.2.3.8 Vergleich S. aureus-positiver und negativer Milchproben.............. 109
Inhaltsverzeichnis
5
DISKUSSION .................................................................................................. 112
5.1
Beurteilung der angewandten Methoden................................................. 112
5.2
Beurteilung der Ergebnisse ...................................................................... 116
5.2.1 Beurteilung der Ergebnisse bakteriologischer Untersuchungen............... 116
5.2.1.1 Vergleichbarkeit von kultureller Untersuchung und PCR .................. 116
5.2.1.2 Resistenztests................................................................................... 118
5.2.1.3 Typisierung einiger S. aureus-Isolate mittels DNA-Microarray .......... 118
5.2.2 Beurteilung der Effekte der Vakzination ................................................... 120
5.2.2.1 Vorversuch ........................................................................................ 121
5.2.2.2 Impfreaktionen .................................................................................. 121
5.2.2.3 S. aureus-Prävalenz.......................................................................... 122
5.2.2.3.1 Entwicklung im gesamten Tierbestand .......................................... 122
5.2.2.3.2 Entwicklung in den verschiedenen Impfgruppen ........................... 124
5.2.2.3.3 Entwicklung bei den verschiedenen Tierarten ............................... 126
5.2.2.4 Gehalt an somatischen Zellen........................................................... 127
5.2.2.4.1 Ausgangssituation in den Betrieben .............................................. 127
5.2.2.4.2 Entwicklung im gesamten Tierbestand .......................................... 127
5.2.2.4.3 Entwicklung in den verschiedenen Impfgruppen ........................... 130
5.2.2.4.4 Entwicklung bei den verschiedenen Tierarten ............................... 131
5.2.2.4.5 Entwicklung in Abhängigkeit vom S. aureus-Nachweis ................. 133
5.3
Zusammenfassende Beurteilung und Ausblick ...................................... 134
6
ZUSAMMENFASSUNG .................................................................................. 138
7
SUMMARY...................................................................................................... 141
8
LITERATURVERZEICHNIS ............................................................................ 143
9
ANHANG......................................................................................................... 164
9.1
Angaben zu Tierzahlen und –bewegungen in den Betrieben................. 164
Inhaltsverzeichnis
9.1.1 Betrieb A .................................................................................................. 164
9.1.2 Betrieb B .................................................................................................. 165
9.2
Tabellen zu S. aureus-Prävalenzen .......................................................... 167
9.2.1 Betrieb A .................................................................................................. 167
9.2.1.1 Gesamtbestand................................................................................. 167
9.2.1.2 Impfgruppe s.c. ................................................................................. 168
9.2.1.3 Impfgruppe i.z. .................................................................................. 169
9.2.2 Betrieb B .................................................................................................. 170
9.2.2.1 Gesamtbestand................................................................................. 170
9.2.2.2 Impfgruppe s.c. ................................................................................. 171
9.2.2.3 Impfgruppe i.z. .................................................................................. 172
9.2.2.4 Schafe............................................................................................... 173
9.2.2.5 Ziegen ............................................................................................... 174
9.3
Tabellen zu somatischen Zellgehalten und CMT-Werten ....................... 175
9.3.1 Betrieb A .................................................................................................. 175
9.3.1.1 Gesamtbestand................................................................................. 175
9.3.1.2 Impfgruppe s.c. ................................................................................. 175
9.3.1.3 Impfgruppe i.z. .................................................................................. 176
9.3.1.4 S. aureus-negative Milchproben........................................................ 176
9.3.1.5 S. aureus-positive Milchproben ......................................................... 177
9.3.2 Betrieb B .................................................................................................. 177
9.3.2.1 Gesamtbestand................................................................................. 177
9.3.2.2 Impfgruppe s.c. ................................................................................. 178
9.3.2.3 Impfgruppe i.z. .................................................................................. 178
9.3.2.4 Schafe............................................................................................... 179
9.3.2.5 Ziegen ............................................................................................... 179
9.3.2.6 S. aureus-negative Milchproben........................................................ 180
9.3.2.7 S. aureus-positive Milchproben ......................................................... 180
DANKE… ............................................................................................................... 181
Abkürzungsverzeichnis
Abkürzungsverzeichnis
AFLP
amplified fragment length polymorhism
(deutsch:
Amplifikationsfragment-Längen-
polymorphismus )
agr
accessory gene regulator
a.p.
ante partum
Bp
Basenpaare
°C
Grad Celsius
CAE
Caprine Arthritis Encephalitis
cfu (deutsch: KBE)
colony forming units (deutsch: Kolonie bildende
Einheiten)
CC
clonal complex
ClfA
Clumping factor A
CMT
California Mastitis Test
CNS
koagulase-negative Staphylokokken
coa-Gen
Koagulase-Gen
CP 5
Kapselpolysaccharid 5
CPS
koagulase-positive Staphylokokken
DCC
DeLaval Cell Counter™
DEPC
Diethyldicarbonat
DNA
desoxyribonucleic acid
(deutsch: Desoxyribonukleinsäure)
E. coli
Escherichia coli
EDTA
Ethylendiamintetraacetat
et al.
et alii (deutsch: und andere)
Fa.
Firma
FICA
Freund’s
incomplete
adjuvant
unvollständiges Freund’sches Adjuvans)
FnBp
Fibronektin Bindungsprotein
(deutsch:
Abkürzungsverzeichnis
g
Fallbeschleunigung
g
Gramm
ggr.
geringgradig
hgr.
hochgradig
Ig
Immunglobulin
IMI
Intramammäre Infektion
i.z.
intrazisternal
k.d.P.
keine diskordanten Paare
L
Liter
Lnn.
Lymphonodi
mgr.
mittelgradig
min
Minuten
Mio
Millionen
ml
Milliliter
MLST
multilocus sequence typing (deutsch: multilokuläre
Sequenz-Typisierung)
MLVA
multiple-locus VNTR analysis
mM
millimol
MRSA
Methicillin-resistente Staphylococcus aureus
MSSA
Methicillin-sensitive Staphylococcus aureus
µl
Mikroliter
µm
Mikrometer
µM
Mikromol
neg.
negativ
ng
nanogramm
n.s.
nicht signifikant
nuc-Gen
Thermonuklease-Gen
PCR
polymerase chain reaction
(deutsch: Polymerasekettenreaktion)
PFGE
pulsed-field gel electrophoresis
(deutsch: Pulsfeld-Gelelektrophorese)
Abkürzungsverzeichnis
p.p.
post partum
p-Wert
Irrtumswahrscheinlichkeit
p. vacc.
post vaccinationem
pos.
positiv
ρ
Korrelationskoeffizient
RFLP
restriction fragment length polymorphism
(deutsch: RestriktionsfragmentLängenpolymorphismus)
rRNA
ribosomal ribonucleic acid
(deutsch: ribosomale Ribonukleinsäure)
s
Sekunden
S.
Staphylococcus
SAS
Statistical Analysis System
s.c.
subkutan
SCC
somatic cell count (deutsch: somatischer Zellgehalt)
spp.
Subspecies
Taq-Polymerase
Thermus aquaticus-Polymerase
TE-Puffer
Tris-EDTA-Puffer (siehe dort)
TRIS
Trishydroxymethylaminomethan
TSST-1
toxic shock syndrome toxin 1
tst
toxic shock syndrome protein
Tth-Polymerase
Thermus thermophilus-Polymerase
UV
ultraviolett
V
Volt
VNTR
variable number of tandem repeats
vs.
versus
Abbildungsverzeichnis
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 3.1: Intrazisternale Applikation der Vakzine.................................................63
Abbildung 3.2: Zeitleiste für die Impfungen und Probenentnahme...............................64
Abbildung 4.1: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in Betrieb A bei
Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h.
durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt
im Bestand befindlichen Tiere.............................................................79
Abbildung 4.2: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in der Impfgruppe s.c.
des Betriebes A bei Betrachtung ausschließlich der zu allen
Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum
jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe s.c. angehörenden Tiere..................81
Abbildung 4.3: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in der Impfgruppe i.z.
des Betriebes A bei Betrachtung ausschließlich der zu allen
Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum
jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe i.z. angehörenden Tiere...................82
Abbildung 4.4: Vergleich der S. aureus-Tierprävalenzen der Impfgruppen s.c. und
i.z. des Betriebes A .............................................................................84
Abbildung 4.5: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch im gesamten Tierbestand des
Betriebes A .........................................................................................84
Abbildung 4.6: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch in der Impfgruppe s.c. des Betriebes A ......86
Abbildung 4.7: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch in der Impfgruppe i.z. des Betriebes A .......87
Abbildung 4.8: Vergleich der somatischen Zellgehalte in der Milch der subkutan
(links) und intrazisternal (rechts) geimpften Tiere des Betriebes A .....89
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 4.9: Vergleich der CMT-Werte der Milch der subkutan (links) und
intrazisternal (rechts) geimpften Tiere des Betriebes A ......................89
Abbildung 4.10: Vergleich der somatischen Zellgehalte S. aureus-negativer (links)
und -positiver (rechts) Milchproben des Betriebes A...........................91
Abbildung 4.11: Vergleich der CMT-Werte S. aureus-negativer (links) und positiver (rechts) Milchproben des Betriebes A...................................91
Abbildung 4.12: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in Betrieb B bei
Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h.
durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt
im Bestand befindlichen Tiere.............................................................93
Abbildung 4.13: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in der Impfgruppe s.c.
des Betriebes B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen
Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum
jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe s.c. angehörenden Tiere..................95
Abbildung 4.14: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in der Impfgruppe i.z.
des Betriebes B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen
Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum
jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe i.z. angehörenden Tiere...................96
Abbildung 4.15: Vergleich der S. aureus-Tierprävalenzen der Impfgruppen s.c.
und i.z. des Betriebes B ......................................................................97
Abbildung 4.16: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz im Schafbestand des
Betriebes B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen
Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Schafe bzw. aller zum
jeweiligen Zeitpunkt im Betrieb befindlichen Schafe ...........................97
Abbildung 4.17: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz im Ziegenbestand des
Betriebes B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen
Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Ziegen bzw. aller zum
jeweiligen Zeitpunkt im Betrieb befindlichen Ziegen ...........................98
Abbildungsverzeichnis
Abbildung
4.18:
Vergleich
der
S. aureus-Tierprävalenzen
der
Tierarten
(Schaf/Ziege) des Betriebes B ............................................................99
Abbildung 4.19: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch im gesamten Tierbestand des
Betriebes B .......................................................................................100
Abbildung 4.20: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch in der Impfgruppe s.c. des Betriebes B ....101
Abbildung 4.21: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch in der Impfgruppe i.z. des Betriebes B .....102
Abbildung 4.22: Vergleich der somatischen Zellgehalte in der Milch der subkutan
(links) und intrazisternal (rechts) geimpften Tiere des Betriebes B ...104
Abbildung 4.23: Vergleich der CMT-Werte der Milch der subkutan (links) und
intrazisternal (rechts) geimpften Tiere des Betriebes B ....................104
Abbildung 4.24: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch der Schafe des Betriebes B .....................105
Abbildung 4.25: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch der Ziegen des Betriebes B......................106
Abbildung 4.26: Vergleich der somatischen Zellgehalte der Milch der Schafe
(links) und Ziegen (rechts) des Betriebes B ......................................107
Abbildung 4.27: Vergleich der CMT-Werte der Milch der Schafe (links) und
Ziegen (rechts) des Betriebes B........................................................108
Abbildung 4.28: Vergleich der somatischen Zellgehalte S. aureus-negativer (links)
und -positiver (rechts) Milchproben des Betriebes B.........................110
Abbildung 4.29: Vergleich der CMT-Werte S. aureus-negativer (links) und positiver (rechts) Milchproben des Betriebes B.................................110
Tabellenverzeichnis
Tabellenverzeichnis
Tabelle 2.1: Virulenzfaktoren von S. aureus nach SELBITZ (2002) .............................25
Tabelle 2.2:
Literaturangaben zum physiologischen Zellgehalt von Schafmilch .....36
Tabelle 2.3:
Literaturangaben
zum
physiologischen
Zellgehalt
von
Ziegenmilch.........................................................................................36
Tabelle 2.4:
Zusammenhang
von
CMT-Score
und
Leukozytenzahl
in
Ziegenmilch (UPADHYAYA u. RAO 1993)..........................................38
Tabelle 3.1:
Beurteilung des CMT...........................................................................72
Tabelle 4.1: Vierfeldertafel zum Vergleich der Ergebnisse aus kultureller
Untersuchung und PCR ......................................................................76
Tabelle 4.2: Ergebnisse der bei den aus Milchproben isolierten Staphylokokken
durchgeführten Resistenztests............................................................77
Tabelle 4.3: Ergebnisse der S. aureus-Prävalenzvergleiche der verschiedenen
Beprobungszeitpunkte
im
Betrieb
A
auf
Tier-
bzw.
Euterhälftenbasis (McNemar-Test) .....................................................80
Tabelle 4.4: S. aureus-Prävalenzen der Tiere (T) sowie Euterhälften (EH) der
Impfgruppen
des
Betriebes
A
und
Ergebnisse
der
Prävalenzvergleiche zwischen den Impfgruppen (Chi-Quadratbzw. Fischer’s exact Test)...................................................................83
Tabelle 4.5: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen
Zellgehaltes der Milch aller Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s
signed rank test) .................................................................................85
Tabelle 4.6: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch
aller Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test) ...................85
Tabelle 4.7: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen
Zellgehaltes der Milch der subkutan geimpften Tiere des
Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test)...........................................87
Tabellenverzeichnis
Tabelle 4.8: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch
der subkutan geimpften Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed
rank test).............................................................................................87
Tabelle 4.9: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen
Zellgehaltes der Milch der intrazisternal geimpften Tiere des
Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test)...........................................88
Tabelle 4.10: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch
der intrazisternal geimpften Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s
signed rank test) .................................................................................88
Tabelle 4.11: Mediane der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4)
bzw. der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) S. aureus-positiver und –
negativer Milchproben des Betriebes A sowie Ergebnisse der
entsprechenden Vergleiche zum jeweiligen Zeitpunkt (Wilcoxon’s
two sample test)..................................................................................92
Tabelle 4.12: Ergebnisse der S. aureus-Prävalenzvergleiche der verschiedenen
Beprobungszeitpunkte
im
Betrieb
B
auf
Tier-
bzw.
Euterhälftenbasis (McNemar-Test) .....................................................94
Tabelle 4.13: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen
Zellgehaltes der Milch der Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s
signed rank test) ...............................................................................100
Tabelle 4.14: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch
der Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)...................101
Tabelle 4.15: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen
Zellgehaltes der Milch der subkutan geimpften Tiere des
Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test).........................................102
Tabelle 4.16: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch
der subkutan geimpften Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed
rank test)...........................................................................................102
Tabellenverzeichnis
Tabelle 4.17: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen
Zellgehaltes der Milch der intrazisternal geimpften Tiere des
Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test).........................................103
Tabelle 4.18: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch
der intrazisternal geimpften Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s
signed rank test) ...............................................................................103
Tabelle 4.19: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen
Zellgehaltes der Milch der Schafe des Betriebes B (Wilcoxon’s
signed rank test) ...............................................................................105
Tabelle 4.20: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch
der Schafe des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)................106
Tabelle 4.21: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen
Zellgehaltes der Milch der Ziegen des Betriebes B (Wilcoxon’s
signed rank test) ...............................................................................107
Tabelle 4.22: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch
der Ziegen des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)................107
Tabelle 4.23: Mediane der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3)
bzw. der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch der Schafe und
Ziegen des Betriebes B sowie Ergebnisse der entsprechenden
Vergleiche zum jeweiligen Zeitpunkt (Wilcoxon’s two sample test)...109
Tabelle 4.24: Mediane der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3)
bzw. der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) S. aureus-positiver und –
negativer Milchproben des Betriebes B sowie Ergebnisse der
entsprechenden Vergleiche zum jeweiligen Zeitpunkt (Wilcoxon’s
two sample test)................................................................................111
Tabelle
9.1:
Anzahl
der
Tiere
im
Betrieb
A
zu
den
jeweiligen
Beprobungszeitpunkten ....................................................................164
Tabelle 9.2: Anzahl der untersuchten Euterhälften im Betrieb A zu den jeweiligen
Beprobungszeitpunkten ....................................................................164
Tabellenverzeichnis
Tabelle
9.3:
S. aureus-Status
und
Zeitpunkt
des
Abgangs
von
Tieren
(Euterhälften) durch Schlachtung oder Verenden im Betrieb A.........165
Tabelle
9.4:
Anzahl
der
Tiere
im
Betrieb
B
zu
den
jeweiligen
Beprobungszeitpunkten ....................................................................165
Tabelle 9.5: Anzahl der untersuchten Euterhälften im Betrieb B zu den jeweiligen
Beprobungszeitpunkten ....................................................................166
Tabelle
9.6:
S. aureus-Status
und
Zeitpunkt
des
Abgangs
von
Tieren
(Euterhälften) durch Schlachtung oder Verenden im Betrieb B.........166
Tabelle 9.7: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere
sowie Euterhälften des Betriebes A zu den jeweiligen Zeitpunkten
bei
Betrachtung
ausschließlich
der
zu
allen
Zeitpunkten
beprobten Tiere.................................................................................167
Tabelle 9.8: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere
sowie Euterhälften des Betriebes A zu den verschiedenen
Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt im
Bestand befindlichen Tiere................................................................167
Tabelle 9.9: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere
sowie Euterhälften der Impfgruppe s.c. des Betriebes A zu den
jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung ausschließlich der zu
allen Zeitpunkten beprobten Tiere ....................................................168
Tabelle 9.10: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere
sowie Euterhälften der Impfgruppe s.c. des Betriebes A zu den
verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen
Zeitpunkt der Gruppe s.c. angehörenden Tiere ................................168
Tabelle 9.11: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere
sowie Euterhälften der Impfgruppe i.z. des Betriebes A zu den
jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung ausschließlich der zu
allen Zeitpunkten beprobten Tiere ....................................................169
Tabellenverzeichnis
Tabelle 9.12: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere
sowie Euterhälften der Impfgruppe i.z. des Betriebes A zu den
verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen
Zeitpunkt der Gruppe i.z. angehörenden Tiere .................................169
Tabelle 9.13: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere
sowie Euterhälften des Betriebes B zu den jeweiligen Zeitpunkten
bei
Betrachtung
ausschließlich
der
zu
allen
Zeitpunkten
beprobten Tiere.................................................................................170
Tabelle 9.14: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere
sowie Euterhälften des Betriebes B zu den verschiedenen
Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt im
Bestand befindlichen Tiere................................................................170
Tabelle 9.15: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere
sowie Euterhälften der Impfgruppe s.c. des Betriebes B zu den
jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung ausschließlich der zu
allen Zeitpunkten beprobten Tiere ....................................................171
Tabelle 9.16: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere
sowie Euterhälften der Impfgruppe s.c. des Betriebes B zu den
verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen
Zeitpunkt der Gruppe s.c. angehörenden Tiere ................................171
Tabelle 9.17: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere
sowie Euterhälften der Impfgruppe i.z. des Betriebes B zu den
jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung ausschließlich der zu
allen Zeitpunkten beprobten Tiere ....................................................172
Tabelle 9.18: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere
sowie Euterhälften der Impfgruppe i.z. des Betriebes B zu den
verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen
Zeitpunkt der Gruppe i.z. angehörenden Tiere .................................172
Tabellenverzeichnis
Tabelle 9.19: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Schafe
sowie deren Euterhälften im Betrieb B zu den jeweiligen
Zeitpunkten
bei
Betrachtung
ausschließlich
der
zu
allen
Zeitpunkten beprobten Schafe ..........................................................173
Tabelle 9.20: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Schafe
sowie deren Euterhälften im Betrieb B zu den verschiedenen
Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt im
Bestand vorhandenen Schafe...........................................................173
Tabelle 9.21: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Ziegen
sowie deren Euterhälften im Betrieb B zu den jeweiligen
Zeitpunkten
bei
Betrachtung
ausschließlich
der
zu
allen
Zeitpunkten beprobten Ziegen ..........................................................174
Tabelle 9.22: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Ziegen
sowie deren Euterhälften im Betrieb B zu den verschiedenen
Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt im
Bestand vorhandenen Ziegen ...........................................................174
Tabelle 9.23: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum
der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4) bzw.
der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) der Milch aller Tiere des
Betriebes A .......................................................................................175
Tabelle 9.24: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum
der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4) bzw.
der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) der Milch in der Impfgruppe
s.c. des Betriebes A ..........................................................................175
Tabelle 9.25: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum
der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4) bzw.
der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) der Milch in der Impfgruppe
i.z. des Betriebes A ...........................................................................176
Tabellenverzeichnis
Tabelle 9.26: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum
der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4) bzw.
der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) der S. aureus-negativen
Milchproben des Betriebes A ............................................................176
Tabelle 9.27: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum
der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4) bzw.
der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) der S. aureus-positiven
Milchproben des Betriebes A ............................................................177
Tabelle 9.28: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum
der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw.
der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch aller Tiere des
Betriebes B .......................................................................................177
Tabelle 9.29: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum
der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw.
der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch in der Impfgruppe
s.c. des Betriebes B ..........................................................................178
Tabelle 9.30: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum
der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw.
der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch in der Impfgruppe
i.z. des Betriebes B ...........................................................................178
Tabelle 9.31: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum
der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw.
der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch der Schafe des
Betriebes B .......................................................................................179
Tabelle 9.32: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum
der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw.
der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch der Ziegen des
Betriebes B .......................................................................................179
Tabellenverzeichnis
Tabelle 9.33: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum
der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw.
der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der S. aureus-negativen
Milchproben des Betriebes B ............................................................180
Tabelle 9.34: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum
der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw.
der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der S. aureus-positiven
Milchproben des Betriebes B ............................................................180
Einleitung
1 Einleitung
Staphylococcus aureus ist als einer der wichtigsten Mastitiserreger bei Schafen und
Ziegen zu bezeichnen. Neben subklinischen Mastitiden verursacht er insbesondere
beim kleinen Wiederkäuer auch akute bis perakute (gangränöse) Mastitiden, die
häufig mit dem Tod des Tieres einhergehen (DEUTZ et al. 1995; WINTER u.
BAUMGARTNER 1999; BERGONIER et al. 2003; MØRK et al. 2007). Die
subklinischen
Mastitiden
besitzen
darüber
hinaus
eine
besondere
lebensmittelhygienische Relevanz, da das Ausscheiden von S. aureus bei klinisch
unauffälligem Euterbefund und unverändertem Sekret insbesondere durch Rohmilch
und –produkte zu Lebensmittelinfektionen und –intoxikationen beim Verbraucher
führen kann. Beispielsweise während der Käsereifung können ursprünglich in der
Milch vorhandene S. aureus Enterotoxine produzieren (BACHMANN u. SPAHR
1995). Die Milch kleiner Wiederkäuer ist hier als besonders wichtige „EnterotoxinQuelle“ einzustufen, weil die aus Schaf- und Ziegenmilch isolierten S. aureus zu
einem Großteil Toxinproduzenten sind (SCHERRER et al. 2004). Selbst aus
pasteurisierter Ziegenmilch hergestellter Käse kann S. aureus-Enterotoxine enthalten
(AKINEDEN et al. 2008).
Zusätzliche Relevanz erlangt S. aureus durch die so genannten Methicillinresistenten S. aureus (MRSA), insbesondere, da der Austausch von Isolaten
zwischen Tieren und Menschen möglich ist (JUHÁSZ-KASZANYITZKY et al. 2007;
GUINANE et al. 2008). Diese MRSA sind zunehmend Erreger nosokomialer
Infektionen, weshalb eine Besiedelung möglichst vermieden werden sollte. Ein
erhöhtes Risiko kann hier neben direkt mit dem Tier in Kontakt stehenden Personen
wie
Landwirten,
Tierärzten,
Melkern
oder
Schlachthofpersonal
auch
für
Konsumenten von Rohmilch bestehen (JUHÁSZ-KASZANYITZKY et al. 2007).
Aufgrund des genannten Gefahrenpotentials erscheinen eine effektive Therapie
bestehender S. aureus-Mastitiden, die Verhinderung von Neuinfektionen sowie eine
möglichst sichere Diagnostik sehr wünschenswert. Da sowohl die antibiotische
Therapie während der Laktation (MORONI et al. 2005b) wie auch das Trockenstellen
unter antibiotischem
Schutz
(NICKERSON
23
1993b)
zumeist
unbefriedigende
Einleitung
Ergebnisse
liefern,
wurden
bei
Milchkühen
bereits
zahlreiche
Versuche
unternommen, S. aureus mit einer Vakzination zu bekämpfen. Im Bereich der kleinen
Wiederkäuer und insbesondere der Ziegen gibt es auf Bestandsebene zu einer
solchen Vakzination allerdings nur wenige Erkenntnisse. Bezüglich der Diagnostik ist
zu
erwähnen,
dass
die
nach
Standardmethoden
durchgeführte
kulturelle
Untersuchung eine unbefriedigende Sensitivität aufweist (SEARS et al. 1990;
KRÖMKER et al. 2008), was den Sanierungserfolg durch Nichtauffinden von
S. aureus-Ausscheidern beeinträchtigen kann.
Aus diesen Gründen war das Hauptziel dieser Arbeit, den Einfluss einer
stallspezifischen Vakzine auf das Vorkommen von S. aureus sowie die Gehalte an
somatischen Zellen in Milchziegen- bzw. Milchschafbeständen zu untersuchen und
zu prüfen, ob die stallspezifischen S. aureus-Vakzinen entscheidend zur Sanierung
von Ziegen- und Schafbeständen mit bekannter
S. aureus-Problematik beitragen
können.
Ferner sollte mittels einer S. aureus-spezifischen PCR als Bestandteil des
Sanierungskonzeptes versucht werden, die diagnostische Sensitivität gegenüber der
kulturellen Untersuchung von Milchproben zu erhöhen.
Nicht zuletzt sollte geprüft werden, ob verschiedene Applikationswege der Vakzine
zu unterschiedlichen Ergebnissen im Hinblick auf die Eutergesundheit führen.
24
Literaturübersicht
2 Literaturübersicht
2.1 Staphylococcus aureus
Staphylococcus aureus gehört zur Familie der Micrococcaceae. Staphylokokken sind
grampositive, unbewegliche, fakultativ anaerobe Bakterien, die keine Sporen bilden.
Die einzelnen Kokken haben einen Durchmesser von 0,5 bis 1,5 µm und ordnen sich
in charakteristischer Weise in unregelmäßigen, traubenförmigen Haufen an.
In der Kultur bildet S. aureus häufig goldfarbene Kolonien, woraus sich der Name
ableitet. Die Kolonien können jedoch auch ein grauweißes, weißes, gelbes oder
gelboranges Erscheinungsbild haben. S. aureus kann diverse Virulenzfaktoren
ausbilden, welche grob in an die Zelloberfläche gebundene und sezernierte Faktoren
(Enzyme und Toxine) unterteilt werden können. Die wichtigsten sind in Tabelle 2.1
dargestellt. Eine nähere Beschreibung der Rolle dieser Virulenzfaktoren erfolgt in
Kapitel 2.3.
Tabelle 2.1: Virulenzfaktoren von S. aureus nach SELBITZ (2002)
Kapsel
zellgebundene "Schleimhülle" = Pseudokapsel
Faktoren
Protein A
Fibronektinbindendes Protein (FnBp)
Clumping-Faktor
Koagulase
Hyaluronidase
sezernierte Hämolysine (α, β, γ, δ)
Faktoren
Enterotoxine
Exfoliative Toxine
Leukozidin
S. aureus ist, wie Staphylokokken im Allgemeinen, ein Besiedler von Haut und
Schleimhaut auch bei gesunden Menschen und Tieren. Als Krankheitserreger tritt er
vornehmlich bei lokalen aber auch systemischen eitrigen Prozessen in Erscheinung,
besonders häufig sind aufgrund seiner Lokalisation eitrige Dermatitiden nach
Hautverletzungen
zu
finden.
Auch
beim
25
kleinen Wiederkäuer
kann
diese
Literaturübersicht
Staphylokokkendermatitis oft beobachtet werden. Eines der wirtschaftlich betrachtet
bedeutendsten durch S. aureus hervorgerufenen Krankheitsbilder stellt die Mastitis
dar. Dies gilt sowohl für das Rind als auch für kleine Wiederkäuer. Die S. aureusMastitis der Schafe und Ziegen wird in Kapitel 2.4 näher beschrieben.
2.2 Epidemiologie von S. aureus-Mastitiden
Der Erreger kommt zwar ubiquitär und auch auf Haut und Schleimhaut vor, muss
aber für die Infektion, welche in der Regel via Strichkanal stattfindet, zunächst in die
Nähe der Zitzenspitze gelangen. Da S. aureus zu den so genannten „kuhassoziierten
Erregern“ gezählt wird, stellt die infizierte Milchdrüse das wichtigste Erregerreservoir
dar (HOEDEMAKER 2001) und eine Übertragung findet hauptsächlich während der
Melkzeit oder aber, beim kleinen Wiederkäuer, durch so genannte milchräubernde
Lämmer (BERGONIER et al. 2003; CONTRERAS et al. 2007) statt. Letztere saugen
neben ihren eigenen Muttertieren auch an anderen, so dass es im Falle einer
S. aureus-Infektion einer der besaugten Euterhälften zu einer Übertragung auf die
jeweils anderen besaugten Euterhälften kommen kann. Die Übertragung während
des Melkens kann einerseits die Folge kontaminierter Melkzeuge bzw. des
Rückflusses kontaminierter Milch (ANDERSON 1982), andererseits aber auch die
Folge einer Kontamination der Hände des Melkers sein, insbesondere, wenn keine
Handschuhe getragen werden (VAUTOR et al. 2003; FABIANO et al. 2005). Dass es
allerdings auch S. aureus-Stämme gibt, die vorwiegend Eigenschaften so genannter
„Umweltkeime“ aufweisen und dementsprechend mittels zahlreicher weiterer
Vektoren wie z.B. Wasser, Einstreu, Arbeitsgeräte oder Fliegen übertragen werden
können, zeigten unter anderem Untersuchungen von SOMMERHÄUSER et al.
(2003). Diese sind in Kapitel 2.6.2 näher beschrieben. Auch FOURNIER et al. (2008)
fanden bei ihren Untersuchungen in 26 Milchkuhherden nur einen S. aureusGenotyp, der Eigenschaften eines „kuhassoziierten Erregers“ zeigte, während
S. aureus-Stämme, die anderen Genotypen angehörten, sich eher wie koagulasenegative Staphylokokken (CNS) verhielten und offensichtlich mittels verschiedenster
Vektoren übertragen werden konnten.
26
Literaturübersicht
Diverse Untersuchungen z.B. der Exotoxingene bzw. mittels RFLP (restriction
fragment length polymorphism) konnten zeigen, dass sich die S. aureus-Isolate aus
der Milch kleiner Wiederkäuer von denen, die aus Kuhmilch isoliert wurden, und auch
teilweise die Isolate von Schafen und Ziegen untereinander mehr oder weniger
deutlich unterscheiden (SMYTH et al. 2005; VIMERCATI et al. 2006). VAUTOR et al.
(2003) schlossen aus ihren Untersuchungen mittels Pulsfeld-Gelektrophorese
(pulsed-field gel electrophoresis, PFGE) auf eng an das Schafeuter adaptierte
Stämme, während VAN LEEUWEN et al. (2005) mittels amplified fragment length
polymorphism (AFLP) und multilocus sequence typing (MLST) lediglich bei von
Ziegen isolierten S. aureus-Stämmen eine Wirtsspezifität nachweisen konnten.
2.3 Pathogenese von S. aureus-Mastitiden
Nach der Besiedelung der Zitzenspitze durch S. aureus folgt, insbesondere bei
Vorschädigung der Zitze durch z.B. fehlerhafte Melktechnik (ANDERSON 1982), die
Penetration des Zitzenkanals (BERGONIER et al. 2003), die durch Ausbreitung der
Kolonien von der Zitzenspitze aus aktiv erfolgen kann (HOEDEMAKER 2001) und
schließlich die Anheftung der Bakterien an die Epithelzellen der Zitzen- und
Drüsenzisterne (FROST 1975; FROST et al. 1977). Bei dieser Anheftung kann
beispielsweise die Pseudokapsel („Schleim“), die die meisten an Mastitisgeschehen
beteiligten S. aureus-Stämme ausbilden, fördernd wirken (AGUILAR et al. 2001).
Bestimmte Zellwand-Adhäsine scheinen an der Anlagerung beteiligt zu sein, denn
AGUILAR und ITURRALDE (2001) konnten sie außer bei bovinen auch bei sieben
von acht ovinen S. aureus-Mastitis-Isolaten nachweisen. Außerdem kann die
Anlagerung an Epithelzellen nach Schädigung dieser durch von S. aureus
produzierte Toxine erleichtert sein (BASELGA et al. 1994). Nachdem der enge
Kontakt zwischen S. aureus und den Epithelzellen hergestellt ist, können letztere
Pseudopodien-artige Fortsätze ausbilden, die zur Internalisierung der Bakterien
führen (ALMEIDA et al. 1996). Am Eindringen in die Epithelzellen ist auf der Seite
von S. aureus hauptsächlich Fibronektin Bindungsprotein (FnBp) beteiligt, das die
schnelle Ausbreitung von S. aureus im Euter fördert (BROUILLETTE u. MALOUIN
2005; ZECCONI et al. 2005). Nach der Aufnahme in die Epithelzelle kann S. aureus
27
Literaturübersicht
aus dem Endosom ins Cytoplasma „flüchten“, indem die Endosomen-Membran
vermutlich mit Hilfe von Hämolysinen aufgelöst wird. Dies kann zur Apoptose der
nicht-professionellen Phagozyten führen (BAYLES et al. 1998). Im Anschluss an die
Ausbreitung
in
Zitzen-
und
Drüsenzisterne
steigen
die
Bakterien
in
das
Milchkanalsystem auf und bilden tiefe Infektionstaschen im Alveolargewebe, die zu
Abszessen und der Bildung von Narbengewebswällen führen, welche S. aureus im
Gewebe einschließen (NICKERSON 1993a).
Durch S. aureus geschädigtes Drüsengewebe stellt die Milchproduktion ein (ZHAO u.
LACASSE 2008) oder nimmt sie, im Falle einer Infektion während der Lactogenese,
gar nicht erst auf. SORDILLO et al. (1989) fanden in entsprechend geschädigten
Epithelzellen weniger raues endoplasmatisches Retikulum als in gesunden Zellen,
was zu eingeschränkter Sekretion führte. Außerdem werden Milchgänge durch
degenerierte und abgeschilferte Epithelzellen sowie Leukozyten verstopft, so dass es
zur Involution der blockierten Bereiche und zu einem Absinken der Milchleistung
kommt. Zusätzlich kann der blockierte Milchfluss zu einer Akkumulation von Toxinen
und damit zu einer stärkeren Gewebeschädigung führen (NICKERSON u. OWENS
1993). Öffnen sich die verstopften Milchgänge wieder, können andere Bereiche der
Milchdrüse infiziert werden (FROST 1975; NICKERSON u. OWENS 1993).
Die Ausprägung der klinischen Symptome bei einer intramammären Infektion (IMI)
mit S. aureus ist mannigfaltig. Sie reicht von perakuter (gangränöser) Mastitis bis hin
zu subklinischen Formen (ANDERSON 1982). Bei der gangränösen Mastitis sorgen
Toxine wie das α- und β-Toxin (GUINANE et al. 2008), toxic shock syndrome toxin-1
(TSST-1) und auch das Enterotoxin C (MATSUNAGA et al. 1993; TOLLERSRUD et
al. 2000) mit gefäßverengender Wirkung für eine Ischämie mit nachfolgender
Nekrose der tubulären Gewebebezirke, so dass das Euter kalt, zyanotisch und
ödematös wird. Durch Thrombenbildung in großen Venen kommt es zu einem
feuchten Gangrän. Das Sekret ist serumartig bis blutig. Betroffene Tiere zeigen meist
Intoxikationserscheinungen und verlieren bestenfalls das betroffene Viertel bzw. die
betroffene Hälfte, häufig kommt es aber auch zum Tod des Tieres (NEUMEISTER
1984; BEZEK u. HULL 1995; CONTRERAS et al. 2003).
28
Literaturübersicht
Oftmals entwickelt sich eine klinische oder subklinische chronische Infektion mit
S. aureus. Hierbei stellen sich große Bereiche der Milchdrüse unauffällig dar, jedoch
kommt es zu der oben beschriebenen Formierung von (Mikro-) Abszessen
(ANDERSON 1982). Da der Grund für die chronische Infektion die Ineffektivität bei
der Elimination der Bakterien ist, kommt es zu einem verlängerten Einstrom an
neutrophilen Granulozyten (SLADEK et al. 2005). SHOSHANI et al. (2000) stellten
fest, dass die Phagozytose-Kapazität der Granulozyten mit der Zeit abnimmt, was die
Elimination der chronischen Infektion zusätzlich erschwert. S. aureus sorgt mit Hilfe
zahlreicher Virulenzfaktoren dafür, dass die Wirtsabwehr ineffektiv bleibt. So konnten
z.B. Protein A, welches an den Fc-Teil von Antikörpern bindet und diese somit
unschädlich macht (FOSTER u. MCDEVITT 1994) sowie der Clumping Faktor, der
Fibrinogen aus dem Plasma bindet, gehäuft bei chronischen S. aureus-Mastitiden
nachgewiesen werden (MATSUNAGA et al. 1993). Auch die Koagulase führt zu einer
„Verklumpung“ von Plasma durch die konformative Aktivierung von Prothrombin
(PANIZZI et al. 2004).
Die bereits bei der Anlagerung an Epithelzellen erwähnte Pseudokapsel kann
zusätzlich die Opsonisierung durch Antikörper und Komplement verhindern und
somit die Phagozytose inhibieren (KARAKAWA u. YOUNG 1979; WILKINSON et al.
1979). Außerdem kommt es bei S. aureus-Isolaten aus Mastitismilch häufiger als bei
Hautisolaten zu einer so genannten Biofilmbildung, wobei eine Schleimhülle um
mehrere Zellschichten die Wirtsabwehr zusätzlich beeinträchtigt (FOX et al. 2005).
Auch die Kapsel stellt ein Phagozytose-Hindernis dar, obwohl VERBRUGH et al.
(1982) feststellten, dass der Komplementfaktor C3 auch unterhalb der Kapsel an
S. aureus binden kann.
Einen weiteren wichtigen Virulenzfaktor stellen die Leukozidine dar. Hierbei handelt
es sich um Exotoxine, die Granulozyten und Monozyten durch Porenbildung in deren
Membranen töten. Leukozidine konnten bei S. aureus aus Mastitismilch von
Wiederkäuern fast immer nachgewiesen werden, so dass die Vermutung nahe liegt,
dass sie für die Pathogenese der Mastitis essentiell sind (HAVERI et al. 2007).
Allerdings ergaben sich tierartspezifische Unterschiede bezüglich des LeukozidinTyps (RAINARD et al. 2003).
29
Literaturübersicht
Die epidermiolytischen exfoliativen Toxine ETA und ETB konnten von HAVERI et al.
(2007) bei keinem der von ihnen untersuchten S. aureus-Isolate aus bovinen
intramammären Infektionen (IMI) nachgewiesen werden, so dass sie für die
Pathogenese der Mastitis möglicherweise zu vernachlässigen sind.
Ob die Form der Mastitis, die sich aus einer intramammären Infektion mit S. aureus
entwickelt, allerdings tatsächlich von den Virulenzfaktoren des jeweiligen S. aureusStammes
abhängt,
ist
noch
nicht
abschließend
geklärt.
Verschiedene
Virulenzfaktoren der unterschiedlichen Stämme scheinen das klinische Bild der
Mastitis beeinflussen zu können (JONSSON 1985; ZECCONI et al. 2005). Im
Gegensatz dazu stellten MIDDLETON et al. (2002) mittels PFGE allerdings fest,
dass die gleiche Menge eines identischen S. aureus-Stammes bei einigen Kühen zu
einer klinischen Mastitis führte, während sich bei anderen Tieren gar keine IMI
entwickelte. Hieraus schlossen sie, dass andere Faktoren als der Stamm und somit
auch als das Repertoire an Virulenzfaktoren den jeweiligen Schweregrad der Mastitis
bestimmen.
2.4 S. aureus als Mastitiserreger bei Schafen und Ziegen
Staphylokokken sind die wichtigsten, da am häufigsten isolierten Mastitiserreger bei
Schafen und Ziegen. Anders als beim Rind spielen Streptokokken und gramnegative
Erreger wie Enterobacteriaceae hier nur eine sehr geringe Rolle. Sowohl die CNS als
auch S. aureus sind von großer Bedeutung, allerdings ist S. aureus aufgrund der
meist deutlicheren klinischen Symptomatik hervorzuheben (BERGONIER u.
BERTHELOT 2003; BERGONIER et al. 2003). WHITE und HINCKLEY (1999)
bezeichneten S. aureus aufgrund seiner Pathogenität sogar als den wichtigsten
Mastitiserreger bei Ziegen. Im Gegensatz zu Rindern, wo S. aureus nur gelegentlich
als Erreger einer gangränösen Mastitis auftritt, ist diese Symptomatik bei kleinen
Wiederkäuern häufiger zu beobachten (BEZEK u. HULL 1995). MØRK et al. (2007)
stellten fest, dass 65,3% der klinischen Mastitiden bei Fleischschafen durch
S. aureus hervorgerufen wurden. 8,8% der klinischen Mastitiden verliefen gangränös,
hier wurde zu 72,9% S. aureus isoliert.
30
Literaturübersicht
Auch wenn ARIZNABARRETA et al. (2002) S. aureus nur zu 1,7% in Milchproben
von Schafen mit subklinischen Mastitiden nachweisen konnten und ihn daher
vorwiegend als Erreger klinischer Mastitiden bei Schafen bezeichneten, so hat er
doch auch bei subklinischen Euterentzündungen seine Bedeutung. Beispielsweise
konnten DEUTZ et al. (1995) S. aureus als häufigsten Erreger chronischer
Schafmastitiden (63,8%) isolieren und zusätzlich nachweisen, dass bei einer
Infektion mit S. aureus der Rückgang der Milchleistung durchschnittlich am größten
war. DEINHOFER und PERNTHANER (1993) wiesen S. aureus in immerhin 22,2%
der Milchproben von Schafen mit chronischen Staphylokokken-Mastitiden nach, bei
den restlichen Erregern handelte es sich um CNS.
Bei Ziegen wurde in verschiedenen Studien die Prävalenz von S. aureus als Erreger
subklinischer
Mastitiden
mit
10,7
bis
35,4%
angegeben
(KALOGRIDOU-
VASSILIADOU 1991; BOSCOS et al. 1996; HALL u. RYCROFT 2007; MIN et al.
2007). UPADHYAYA und RAO (1993) konnten bei 26,5 % der untersuchten Ziegen
einer Fleischrasse S. aureus aus der Milch isolieren. Im Allgemeinen handelt es sich
bei S. aureus um den bei Ziegen am zweithäufigsten nachgewiesenen Erreger hinter
der Gruppe der CNS (MORONI et al. 2005a), in einzelnen Herden kann er aber auch
den vorwiegend isolierten Keim darstellen (WINTER u. BAUMGARTNER 1999).
Dass einige Autoren lediglich S. aureus-Prävalenzen von 0 bis 8% für Ziegen und 1,4
bis 4% für Milchschafe angeben (BERGONIER et al. 2003; MAURER u. SCHAEREN
2007b) liegt mit großer Wahrscheinlichkeit an der bereits angesprochenen stark
variierenden Herdenprävalenz.
2.5 S. aureus-Mastitis-Diagnostik
2.5.1 Erregernachweis
2.5.1.1 Kulturelle Untersuchung
Das am häufigsten zur S. aureus-Diagnostik eingesetzte Mittel ist die kulturelle
Isolierung der Erreger aus aseptisch entnommenen Milchproben. Der Vorteil dieser
Methode besteht insbesondere darin, dass mit lebenden Bakterien gearbeitet wird,
die auch zur Resistenztestung herangezogen werden können, so dass eine
31
Literaturübersicht
adequate Therapie eingeleitet werden kann (s.u.). Allerdings bietet dieses Verfahren
aufgrund
der
teils
intermittierenden
Ausscheidung
von
S. aureus
keine
hundertprozentige diagnostische Sicherheit. Laut SEARS et al. (1990) wird S. aureus
in sogenannten „high or low shedding cycles” mit der Milch von artifiziell infizierten
Kühen ausgeschieden. Für die „low shedders” wurde für die kulturelle Untersuchung
eine Sensitivität von 70±13,5% angegeben, während bei den „high shedders” 100%
verzeichnet wurden. Insgesamt betrug die Sensitivität bei Entnahme und
Untersuchung nur einer Milchprobe 74,5 ± 16,75% und erhöhte sich bei
Untersuchung von 2 bzw. 3 Proben auf 94 bzw. 98%. Bei auf natürlichem Wege mit
S. aureus infizierten Eutervierteln gaben die Autoren eine Sensitivität von 63 bis
100% an.
In einer anderen Studie wurde für die kulturelle Untersuchung einer Milchprobe eine
Sensitivität von 60 bis 87% in Abhängigkeit vom Volumen des Inoculums
beschrieben (BUELOW et al. 1996). Diese Abhängigkeit war insbesondere für die
„low shedders“ deutlich, denn hier stieg die Sensitivität bei Vergrößerung des
Inoculums von 0,01 auf 0,1 ml von 60 bis 79% auf 85 bis 87% an. Von den Autoren
wurde ein 3-Tages-Intervall zur Probennahme empfohlen.
Zur Erhöhung der Sensitivität der kulturellen Untersuchung kann laut VILLANUEVA
et al. (1991) auch das Einfrieren der Milchproben bei -20°C beitragen. Nach 23
Tagen bei dieser Temperatur wurden 1,48-mal mehr S. aureus isoliert als dies aus
derselben Frischmilch der Fall war. Als mögliche Gründe hierfür gaben die Autoren
die Lyse von Phagozyten, welche noch lebensfähige Bakterien enthielten, sowie die
Auflösung von Bakterien-Clustern an. Beides führte zu einer Erhöhung der Kolonie
bildenden Einheiten (KBE). Von der Erhöhung der KBE in mit S. aureus
kontaminierten Milchproben nach dem Einfrieren berichteten auch HUBÁČKOVÁ und
RYŠÁNEK (2007) sowie GODDEN et al. (2002). In letzterer Studie wurde außerdem
festgestellt, dass bei Kühen das Vorgemelk besser zur kulturellen Untersuchung auf
S. aureus geeignet ist als das Nachgemelk.
Eine
weitere
Möglichkeit,
die
Sensitivität
der
kulturellen
Untersuchung
heraufzusetzen, bietet nach ZECCONI et al. (1997) die Zentrifugation der Milchprobe
32
Literaturübersicht
bei 2.000 g und die anschließende Kultur des Sediments. Dieses Vorgehen erhöhte
in der o.g. Studie die Anzahl der S. aureus-Nachweise aus Milchproben auf 145,5%.
Die Spezifität der kulturellen Untersuchung in Bezug auf den S. aureus-Nachweis
wird insgesamt deutlich höher eingeschätzt als die Sensitivität. Zu unterscheiden
sind hier die falsch positive Deutung des Ergebnisses der Laboruntersuchung nämlich immer dann, wenn eigentlich keine intramammäre Infektion (IMI) vorliegt,
sondern z.B. eine Kontamination oder eine Besiedelung des Strichkanals (ADAMS et
al. 1992; HICKS et al. 1994) – und das falsch positive Laborergebnis selbst.
Letzteres kann z.B. darin begründet sein, dass in den meisten Labors alle koagulasepositiven Staphylokokken (CPS) als S. aureus angesprochen werden, obwohl
CAPURRO et al. (1999) zeigen konnten, dass es sich nur bei 97% der dort isolierten
CPS tatsächlich um S. aureus handelte. Dieses Ergebnis unterscheidet sich vom
Ergebnis der Studie von DEINHOFER und PERNTHANER (1993), die in Schaf- und
Ziegenmilchproben keine anderen CPS als S. aureus nachweisen konnten.
Zur Erhöhung der Spezifität empfehlen sowohl HICKS et al. (1994) als auch ADAMS
et al. (1992) die Untersuchung von 3 Milchproben, von denen mindestens 2 als
positiv beurteilt werden sollten, um das Euterviertel als mit S. aureus infiziert zu
bezeichnen.
2.5.1.2 PCR
Auf Grund der teilweise suboptimalen Sensitivität der Standard-Methoden wie der
kulturellen Untersuchung wurden in den letzten Jahren zunehmend Anstrengungen
unternommen, um die S. aureus-Diagnostik zu verbessern. Einen viel versprechenden Ansatz hierfür liefert die Polymerasekettenreaktion (PCR). Bei dieser
Methode werden bestimmte Genfragmente des nachzuweisenden Erregers mittels
so genannter Primer spezifisch vervielfältigt und anschließend mit Hilfe einer
Gelelektrophorese als fluoreszierende Banden unter UV-Licht dargestellt (SAIKI et al.
1988). Dass diese Vorgehensweise für den Nachweis von S. aureus aus Milch
geeignet ist, zeigten KHAN et al. (1998), indem sie mittels Thermonuclease-Gen
(nuc-Gen) spezifischer Primer S. aureus sowohl in der Milch artifiziell infizierter
Schafe als auch in Schafmilch und Wasser, denen S. aureus zugesetzt worden war,
detektieren konnten. Die analytische Spezifität dieses Tests lag bei 100%, die
33
Literaturübersicht
Sensitivität beim Nachweis aus der Milch der künstlich infizierten Schafe bei über
90%. Die Nachweisgrenze bei zu Milch oder Wasser hinzu gegebenen S. aureus lag
bei 1 KBE/ml.
Obwohl KUŹMA et al. (2003) ebenfalls einen nuc-Gen spezifischen Primer für ihre
PCR verwendeten, lag die Sensitivität in ihrer an Kühen mit chronischer S. aureusMastitis durchgeführten Studie lediglich bei 72,4% (bei Einsatz von 1 µl DNA) und die
Nachweisgrenze bei 500 KBE/ml. Die Spezifität hingegen betrug 100%.
Auch YAMAGISHI et al. (2007) arbeiteten mit einem nuc-Gen spezifischen Primer
und verglichen die direkte PCR mit einer PCR nach Anreicherungskultur. Als
Nachweisgrenze bei der direkten PCR gaben sie 106 KBE/ml an, was nach
Anreicherungskultur allerdings auf 100 KBE/ml reduziert werden konnte. In jedem Fall
erwies sich die PCR als sensitiver gegenüber der Bakteriologie, da z.B.
Tankmilchproben in der Bakteriologie negativ, in der PCR hingegen positiv für
S. aureus waren.
Ebenfalls mit einer Anreicherungskultur setzten GILLESPIE und OLIVER (2005) die
Nachweisgrenze für S. aureus bei der von ihnen durchgeführten multiplex real-time
PCR von 103 KBE/ml auf 100 KBE/ml herab. Als möglichen Grund für die verbesserte
Sensitivität nach Anreicherung wurde die Verdünnung von Inhibitoren der Thermus
aquaticus (Taq)-Polymerase genannt. Die DNA wurde aus Mastitismilch von Kühen
isoliert und in der PCR gleichzeitig der Erregernachweis von S. aureus,
Streptococcus uberis und Streptococcus agalactiae geführt. Die Sensitivität betrug
91,7% für S. aureus. Der Erreger konnte sicher von anderen CPS unterschieden
werden.
Neben dem reinen Erregernachweis bietet die PCR weitere diagnostische
Möglichkeiten, wie bei Nutzung entsprechend spezifischer Primer z.B. den Nachweis
von Superantigenen (SMYTH et al. 2005) oder Enterotoxin-Genen (TKÁČIKOVÁ et
al. 2003; SMYTH et al. 2005; CREMONESI et al. 2007). Insbesondere die Detektion
der Enterotoxin-Gene kann aus lebensmittelhygienischer und VerbraucherschutzSicht sehr hilfreich sein, da die Isolierung der entsprechenden Gene nicht nur aus
Milch, sondern auch aus Molkereiprodukten wie z.B. Rohmilchkäse möglich ist.
CREMONESI et al. (2007) gaben für den Nachweis von S. aureus (Koagulase (coa)-
34
Literaturübersicht
und nuc-Gen) und seiner Enterotoxin-Gene eine Detektionsgrenze von 100 KBE/g
Rohmilchkäse aus Kuh- oder Ziegenmilch an.
Abgesehen vom qualitativen S. aureus-Nachweis wurde von einigen Autoren auch
ein quantitativer Nachweis aus künstlich oder natürlich kontaminierter Kuh- und/oder
Ziegenrohmilch bzw. aus Rohmilchkäse mittels PCR durchgeführt (CREMONESI et
al. 2005; HEIN et al. 2005; GRABER et al. 2007; STUDER et al. 2008).
Insgesamt erwies sich die PCR in einigen Punkten als überlegen gegenüber der
Bakteriologie als Standard-Methode in der S. aureus-Diagnostik. Die Autoren
beschrieben sie in der Regel als die schnellere Methode, da sie das Ergebnis meist
innerhalb eines Tages lieferte (KHAN et al. 1998; STUDER et al. 2008). Außerdem
eignete sie sich anders als die Bakteriologie auch zum Nachweis abgetöteter
Bakterien,
also
z.B.
nach
einer
voran
gegangenen
Antibiose
oder
aus
formalinfixierter Milch. Es ist allerdings zu bedenken, dass die Sensitivität der PCR
durch Störfaktoren wie z.B. eine ineffiziente DNA-Extraktion oder eine starke
kompetitive Mikroflora in der Milch herabgesetzt werden kann (KHAN et al. 1998;
CREMONESI et al. 2007). Auch zu viele somatische Zellen und phagozytierte
bakterielle DNA stören die PCR und verursachen in der Gelelektrophorese so
genannte „Schmierbanden“ (KUBOTA et al. 2007). Um Inhibitionen bei der PCR zu
verringern, ersetzten KIM et al. (2001) die störanfällige Taq-Polymerase durch die
robustere Thermus thermophilus (Tth)-Polymerase. Dies erhöhte die Sensitivität für
den S. aureus-Nachweis in der Milch experimentell infizierter Kühe von 65 auf 80%.
Mit einem zusätzlichen DNA-Reinigungsschritt mit Chelex-100 stieg die Sensitivität
sogar auf 100%.
2.5.2 Zytologische Untersuchung von Milchproben
Bevor im Folgenden die Aussagekraft des somatischen Zellgehalts der Milch bzw.
des CMT-Wertes für die S. aureus-Mastitis-Diagnostik erläutert wird, erscheinen
zunächst einige Ausführungen zum physiologischen Zellgehalt von Schaf- und
Ziegenmilch sowie zur Vergleichbarkeit von somatischem Zellgehalt und CMT
notwendig.
35
Literaturübersicht
2.5.2.1 Physiologischer Zellgehalt von Schaf- und Ziegenmilch
Zum physiologischen Zellgehalt von Schaf- und Ziegenmilch gibt es unterschiedliche
- teils sehr widersprüchliche - Angaben. In Tabelle 2.2 und Tabelle 2.3 sind Werte
dargestellt, die die jeweiligen Autoren entweder als Grenzwert für „normale“, also
Milch gesunder Tiere vorschlagen, oder die sie in ihren Untersuchungen an klinisch
und bakteriologisch gesunden Tieren vorgefunden haben.
Tabelle 2.2: Literaturangaben zum physiologischen Zellgehalt von Schafmilch
Autoren
Zellgehalt pro ml Milch
BERGONIER u. BERTHELOT (2003) 130-150 x 103
BERGONIER et al. (2003)
200.000 – 1,5 Millionen, meist < 500.000
DEUTZ et al. (1989)
100.000
HAENLEIN (2002)
600-800 x 103
HARIHARAN et al. (2004)
2.285 x 103
FTHENAKIS (1994)
<1 Million
MAURER u. SCHAEREN (2007a)
< 300 x 103
EITAM u. EITAM (1993)
1.604 x 103
Tabelle 2.3: Literaturangaben zum physiologischen Zellgehalt von Ziegenmilch
Autoren
Zellgehalt pro ml Milch
BERGONIER et al. (2003)
520.000 – 1,1 Millionen
BOSCOS et al. (1996)
0,19 – 2,8 Millionen
HALL u. RYCROFT (2007)
428 x 103 ; 75% < 500 x 103; 93% < 1 Million
MIN et al. (2007)
2.259 x 103
MORONI et al. (2005a)
70% < 500 x 103; 83% < 1 Million; 89% < 1,5 Millionen
PAAPE u. CAPUCO (1997) 50-400 x 103
POUTREL et al. (1993)
687 x 103
ZENG u. ESCOBAR (1993) > 1 Million
Anhand dieser kleinen Auswahl unterschiedlicher Werte lässt sich die Schwierigkeit
bei der Erstellung eines validen Grenzwertes bereits erahnen. Daher liegt ein solcher
Grenzwert auf der europäischen Ebene auch bislang nicht vor, während in den USA
36
Literaturübersicht
sowohl für Schafe als auch für Ziegen ein Grenzwert von 1 Million Zellen/ml
Tankmilch gilt (PAAPE et al. 2007). Diesen Wert einzuhalten gestaltet sich
insbesondere für Ziegenhalter aus verschiedenen Gründen schwierig. Zunächst sei
hier die im Ziegeneuter stattfindende apokrine Sekretion genannt, die im Gegensatz
zur merokrinen Sekretion von Rind und Schaf den Anteil zytoplasmatischer Partikel
in der Milch erhöht. Wird der Gehalt an somatischen Zellen nun mit einer nicht DNAspezifischen Methode wie beispielsweise dem Coulter Counter bestimmt, werden
diese Partikel mitgezählt und sorgen für ein zu hohes Messergebnis. Da allerdings
einige der zytoplasmatischen Partikel noch Kernfragmente enthalten können, kann
es selbst bei Verfahren, bei denen die DNA spezifisch angefärbt wird, zu leicht
erhöhten Messergebnissen im Vergleich zu Schaf- oder Kuhmilch kommen (PAAPE
u. CAPUCO 1997).
Neben dieser Besonderheit unterliegen sowohl Ziegen als auch – wenn auch in
geringerem Maße – Schafe zahlreichen Faktoren, die einen großen Einfluss auf die
physiologische Zellzahl haben. So gibt z.B. HAENLEIN (2002) an, dass 90% der
Variation des Gehaltes somatischer Zellen in Ziegenmilch nicht durch eine
intramammäre Infektion bedingt sind. PAAPE et al. (2007) nennen als wichtige den
Zellgehalt von Ziegenmilch beeinflussende Faktoren das Management (siehe auch
HARRER 2006), das Laktationsstadium, die Parität und den Caprine Arthritis
Encephalitis (CAE)-Status. Allerdings konnten sie keinen Anstieg der Zellzahl mit
steigender
Parität
und
fortgeschrittenem
Laktationsstadium
sowie
keinen
Rasseeinfluss auf die Zellzahl bei Schafen feststellen. BERGONIER et al. (2003)
beschreiben als weitere Einflussfaktoren auf den Zellgehalt von Ziegenmilch abrupte
Futterumstellungen und Stress, unter anderem auch durch Behandlungen und
Impfungen. Auch das Melkverfahren übt einen Einfluss auf die Zellzahl aus, denn
maschinell gemolkene Ziegen weisen einen höheren Gehalt an somatischen Zellen
auf als von Hand gemolkene (KOSEV et al. 1993a). Im Gegensatz zu diesen
Untersuchungen konnten BOSCOS et al. (1996) bei Anwendung des California
Mastitis Tests (CMT) keine Einflüsse durch Rasse, Parität oder Laktationsstadium
feststellen.
37
Literaturübersicht
2.5.2.2 Vergleichbarkeit
von
California
Mastitis
Test
(CMT)
und
somatischem Zellgehalt (SCC)
Es wurden zahlreiche Studien zur Vergleichbarkeit von SCC und CMT sowohl mit
Schaf- als auch mit Ziegenmilch durchgeführt.
Für Schafmilch sprachen DEUTZ et al. (1995) sowie MAURER und SCHAEREN
(2007a) von einer guten bzw. sehr guten Übereinstimmung von CMT und
fluoreszenz-optisch-elektronisch
ermittelten
Zellgehalten.
BERGONIER
und
BERTHELOT (2003) gaben als Wert für die Übereinstimmung 80% an, wobei
negative und fragliche CMT-Ergebnisse mit Zellgehalten < 25.000/ml, starke und
sehr starke Reaktionen mit solchen von 500.000/ml bis 900.000/ml gleichzusetzen
waren. In den Untersuchungen von MAURER und SCHAEREN (2007a) hingegen
zeigten negative CMT-Reaktionen Gehalte an somatischen Zellen von im Mittel
60.000 Zellen/ml, schwach positive 300.000 bis 900.000 Zellen/ml und stark positive
2 bis 10 Millionen Zellen/ml an.
Auch bei Ziegenmilch wird zumeist von einer guten Übereinstimmung von mit
fluoreszenz-optisch-elektronisch ermittelten Zellgehalten und CMT ausgegangen
(WINTER u. BAUMGARTNER 1999; HARRER 2006). Aus den in Kapitel 2.5.2.1
genannten Gründen ist die Nutzung eines DNA-spezifischen Verfahrens zur
Zellzählung in Ziegenmilch essentiell (HAENLEIN 2002). UPADHYAYA und RAO
(1993) ermittelten für CMT und Leukozytenzahl einen Korrelationskoeffizienten von
ρ = 0,83. Die nachfolgende Tabelle 2.4 zeigt die mikroskopisch ermittelte
Leukozytenzahl und die dazugehörigen CMT-Ergebnisse dieser Untersuchung.
Tabelle 2.4: Zusammenhang von CMT-Score und Leukozytenzahl in Ziegenmilch
(UPADHYAYA u. RAO 1993)
CMT-Score
Leukozytenzahl (Millionen/ml)
-
0,07-0,81
+/-
0,09-0,81
+
0,31-2,13
++
0,67-3,60
+++
1,99-9,34
38
Literaturübersicht
2.5.2.3 Entwicklung des Zellgehalts bei Nachweis von S. aureus
Der Gehalt der Milch an somatischen Zellen (somatic cell count, SCC) kann
Hinweise auf das Bestehen einer S. aureus-Infektion des Euters geben. Generell
wird bei einer bestehenden Infektion der Milchdrüse mit S. aureus von einem
besonders hohen SCC, auch im Vergleich mit Infektionen anderer Ätiologie,
ausgegangen (KOSEV et al. 1993b; MORONI et al. 2005a). So lag in einer
Untersuchung von 2002 (ARIZNABARRETA et al.) der dekadische Logarithmus des
Gehaltes an somatischen Zellen in mit S. aureus infizierter Schafmilch bei 6,68, in
bakteriologisch negativer hingegen bei 4,86. BERGONIER und BERTHELOT (2003)
gaben einen Wert von 2,3 – 5 Mio Zellen/ml Milch für S. aureus-positive Schafe an.
MAURER und SCHAEREN (2007a) stellten bei einem Nachweis von S. aureus in
Schafmilch auch immer eine starke bis sehr starke Reaktion im Schalmtest fest. In
einer Studie von 1995 (BOSCOS et al.) zeigten 89% der S. aureus-positiven Ziegen
einen SCC von > 2 Mio Zellen/ml und einen CMT-Score von > 2, insgesamt lagen die
Zellgehalte dieser Ziegen in einem Bereich von 1,78 bis 4,58 x 106 Zellen/ml. Bei
Ziegen mit subklinischen Mastitiden fanden HALL und RYCROFT (2007) die
höchsten Zellgehalte, im Mittel 7,5 x 106 Zellen/ml, wenn S. aureus als Erreger
nachgewiesen wurde.
Auf Grund dieser hohen Zellzahlen wurde vorgeschlagen, durch Untersuchung des
SCC bzw. Durchführen eines CMT „infektionsverdächtige“ Tiere herauszufinden
(VESTWEBER 1994; HOEDEMAKER 2001; STEFFL u. PHILIPP 2007). Gleichzeitig
wurde aber auf den starken Polymorphismus von S. aureus hingewiesen, und auf die
Existenz von S. aureus-Stämmen, die nur einen niedrigen SCC im Tier bedingen.
Schon ANDERSON (1982) beschrieb, dass S. aureus-Nachweise aus Kuhmilch nicht
immer mit einem erhöhten SCC einhergehen müssen. Gleiches gaben auch
VESTWEBER u. LEIPOLD (1993) sowie WIDEL (1994) und ZECCONI et al. (2005)
in ihren Arbeiten an. Während DEINHOFER und PERNTHANER (1993) bei
Infektionen mit S. aureus bei Schafen und Ziegen stets eine höhere Zellzahl
vorfanden als bei Infektionen mit CNS, konnten DEUTZ et al. (1995) diesbezüglich
keine signifikanten Unterschiede in der Zellzahl bei Schafen feststellen. EITAM und
EITAM (1993) fanden in ihren Untersuchungen an Schafen sogar, dass Infektionen
39
Literaturübersicht
mit Pseudomonaden und Mikrokokken zu deutlich höheren Zellgehalten führten als
Infektionen mit S. aureus (letztere im Mittel 2.924 x 103 Zellen/ml). Beim Vergleich
der Zellgehalte von Ziegen mit subklinischen Mastitiden unterschiedlicher Ätiologie
durch MIN et al. (2007) erwiesen sich die durch S. aureus hervorgerufenen
Zellzahlen, im Mittel 4.724 x 103 Zellen/ml, als nicht erhöht gegenüber den Zahlen,
die durch andere Erreger hervorgerufen wurden. MAURER und SCHAEREN (2007b)
stellten fest, dass anders als in ihrer Untersuchung an Schafen 16,7% der mit
S. aureus infizierten Ziegen im Schalmtest negativ reagierten. Auch UPADHYAYA
und RAO (1993) fanden negative und fragliche CMT-Ergebnisse bei mit S. aureus
infizierten Ziegen.
Ein hoher Gehalt an somatischen Zellen kann also weder als spezifisch (KHAN et al.
1998) noch als besonders sensitiv im Hinblick auf eine S. aureus-Infektion der
Milchdrüse, insbesondere bei Ziegen, bezeichnet werden.
2.6 Bekämpfung der S. aureus-Mastitis
2.6.1 Antibiotikatherapie
Der Therapieversuch mittels Antibiotika-Gabe ist eine immer noch häufig praktizierte,
jedoch selten zufrieden stellende Maßnahme in der Bekämpfung von S. aureus als
Mastitiserreger.
Bevor
im
Folgenden
die
Antibiotikatherapie
getrennt
nach
Behandlung während der Laktation und Behandlung in der Trockenstehphase
abgehandelt wird, sollen hier zunächst einige übergreifende Punkte besprochen
werden.
Die Selbstheilungsraten für Mastitiden betragen, lässt man die Ätiologie außer Acht,
35 bis 67% beim Schaf und 20 bis 60% bei der Ziege, wenn diese trocken gestellt
werden (BERGONIER et al. 2003). Speziell für Infektionen mit S. aureus fanden
allerdings DEUTZ et al. (1995) bei Milchschafen eine wesentlich niedrigere
Selbstheilungsrate von 11,1%, während für Milchkühe ein Wert von 25% angegeben
wird (VESTWEBER 1994; HOEDEMAKER 2001). Diese Selbstheilungsraten gilt es
bei
der
Bewertung
der
im
Folgenden
genannten
Heilungsraten
unterschiedlichen Formen der Antibiotikatherapie zu berücksichtigen.
40
für
die
Literaturübersicht
Ebenfalls Berücksichtigung finden sollten die Vor- und Nachteile der Antibiose; im
Fall einer erfolgreichen Therapie steigt die Nutzungsdauer, sinkt die Infektionsgefahr
für andere Tiere des Bestandes, steigt die Milchqualität und sinkt das Risiko für
Lebensmittelinfektionen und –intoxikationen beim Verbraucher (DEUTZ et al. 1995).
Die Nachteile liegen gerade bei einer verlängerten Therapie, wie sie häufig nötig ist,
in den Kosten, der Wartezeit auf die Milch, möglicher Rückstände in der Milch (trotz
Einhaltung der Wartezeit) und dem erhöhten Infektionsrisiko bei wiederholter
intrazisternaler Applikation von Antibiotika (BARKEMA et al. 2006). Einen weiteren
Nachteil deckten STEFFL und PHILIPP (2007) auf, denn sie fanden heraus, dass
nach einer erfolgreichen Therapie von S. aureus-Mastitiden, hier durch Behandlung
der subklinisch infizierten Tiere mit Pirlimycin und Trockenstellen der Herde mit
Cloxacillin
die
Prävalenz
von
klinischen
Mastitiden
hervorgerufen
durch
Streptococcus uberis und Corynebacterium spp. bei Milchkühen stieg. JUHÁSZKASZANYITZKY
et
al.
(2007)
vermuteten
anhand
der
Ergebnisse
ihrer
Untersuchung sogar eine Beteiligung des antibiotischen Trockenstellens mit
Cloxacillin und Cephalosporinen an dem Nachweis von MRSA in der Milch von
Kühen. Außerdem ist stets zu bedenken, dass sowohl für Schafe als auch für Ziegen
in
Deutschland
derzeit
kein
Antibiotika-Präparat
zur
intrazisternalen
Mastitisbehandlung zugelassen ist.
Insbesondere in ökologisch wirtschaftenden Betrieben stellt die Behandlung mit
Antibiotika ein großes Problem dar, da sich die Wartezeit verdoppelt und Tiere
höchstens dreimal pro Jahr mit so genannten chemisch-synthetischen allopathischen
Tierarzneimitteln oder Antibiotika behandelt werden dürfen, damit die Produkte als
ökologisch erzeugt gelten (ANONYM 2008). Je nach Verband, dem der Betrieb
angeschlossen ist, kann der Einsatz von Antibiotika sogar noch restriktiver
gehandhabt werden als dies nach der EG-Verordnung der Fall ist.
Mögliche
Gründe
für
das
Versagen
insbesondere
der
intrazisternalen
Antibiotikatherapie von S. aureus-Mastitis sind ein verzögerter Beginn oder zu frühes
Beenden der Behandlung, das falsche Präparat, Resistenzen, zum Zeitpunkt der
Behandlung metabolisch inaktive Bakterien, Schutz der Bakterien in Leukozyten, zu
wenig Kontakt von Bakterien und Antibiotikum durch schlechte Diffusion bzw. durch
41
Literaturübersicht
Narbengewebe im Euter und eine Inaktivierung des Antibiotikums durch Milch- oder
Serumkomponenten (NICKERSON u. OWENS 1993; VESTWEBER 1994). Was die
Resistenzen betrifft, so fanden SCHRÖDER et al. (2005) heraus, dass nahezu 100%
der aus Kuhmilch isolierten S. aureus empfindlich für eine Behandlung mit Oxacillin,
Cephalothin, Cefacetril, Cefquinom und Neomycin waren. Immerhin 88% der Isolate
erwiesen sich als empfindlich für eine Behandlung mit Penicillin, Ampicillin und
Cefoperazon. Bei ihren Untersuchungen in Brasilien stellten AIRES-DE-SOUSA et al.
(2007) fest, dass 33% der S. aureus-Isolate von Schafen und Ziegen resistent
gegenüber Penicillin und 6,5% der Isolate intermediär gegenüber Erythromycin und
Clindamycin reagierten. Vielen anderen Antibiotika, wie z.B. Oxacillin und
Cephalothin gegenüber waren die Isolate allerdings voll empfindlich. Auch VAUTOR
et al. (2007) untersuchten aus Schafmilch isolierte S. aureus, die sich in 79% der
Fälle als gegenüber allen getesteten Antibiotika empfindlich erwiesen. LOLLAI et al.
(2008) resümierten, dass die Resistenzlage bei Schafen besser wäre als bei Kühen
und der Anteil der resistenten Isolate insgesamt als rückläufig einzustufen wäre.
2.6.1.1 Laktationsantibiose
Die
Antibiotikatherapie
während
der
Laktation
wird
zumeist
mittels
einer
intrazisternalen Applikation durchgeführt. Die Auswahl der gegen S. aureus
eingesetzten Antibiotika sollte nach einem Resistenztest erfolgen; muss aufgrund
akuter Symptomatik allerdings sofort eine Behandlung begonnen werden, sollten
Cephalosporine verwendet werden (SCHRÖDER et al. 2005). Die Heilungsraten für
eine S. aureus-Mastitis bei Antibiotikatherapie während der Laktation liegen laut
HOEDEMAKER (2001) bei 30 bis 40% (bakteriologische Heilung), und auch
VESTWEBER (1994) nennt einen Wert von < 50% für Milchkühe. In ihrer Studie an
Milchschafen kamen DEUTZ et al. (1995) auf einen Wert von 55,1%. Diese eher
niedrigen Werte dürften durch die bereits o.g. Ursachen für Therapieversagen
begründet sein. Einige Autoren empfehlen als Erfolg versprechendere Variante die
Kombinationstherapie aus intrazisternaler und intramuskulärer Applikation eines
Antibiotikums (NICKERSON u. OWENS 1993) oder die verlängerte intrazisternale
Therapie z.B. mit Pirlimycin (LUBY u. MIDDLETON 2005). In einer Studie verglichen
SANDGREN et al. (2008) die Heilungsraten von subklinischen Mastitiden bei Kühen
42
Literaturübersicht
nach fünftägiger intrazisternaler Behandlung mit Benzyl-Penicillin mit denen nach
ebenso langer intramuskulärer Verabreichung von Penethamat-Hydrojodid. Es gab
keinen signifikanten Unterschied, wenngleich die systemische Therapie leichte
Vorteile brachte. Insgesamt erwies sich die Heilungsrate bei Infektionen mit
S. aureus als wesentlich geringer im Vergleich zu Infektionen mit Streptococcus
dysgalactiae und Streptococcus uberis. Es wurden keine positiven Langzeiteffekte
der Laktationsantibiose auf die Milchproduktion, das Überleben und Neuinfektionen
der behandelten Tiere festgestellt.
SOL et al. (1997; 2000) untersuchten an Milchkühen Faktoren mit einem Einfluss auf
die Heilungsrate sowohl klinischer als auch subklinischer S. aureus-Mastitiden bei
Laktationsantibiose.
Eine
sehr
hohe
Zellzahl
vor
Behandlungsbeginn,
das
Betroffensein der Hinterviertel, Infektionen in der frühen bis mittleren Laktation, mehr
als zwei Kalbungen, mehrfacher Nachweis von S. aureus vor Behandlungsbeginn
sowie der Nachweis resistenter Stämme verschlechterten die Heilungschancen
deutlich. Es gab keinen Zusammenhang zwischen dem Grad der klinischen
Symptome und der Heilungsrate. Anhand der oben genannten Faktoren könnte die
Abgrenzung behandlungswürdiger Tiere von solchen, die der Schlachtung zugeführt
werden sollten, erleichtert werden. BARKEMA et al. (2006) und HOEDEMAKER
(2001) kamen in Bezug auf Milchkühe allerdings zu dem Schluss, dass eine
Behandlung bei subklinisch mit S. aureus infizierten Tieren während der Laktation
wirtschaftlich nicht zu vertreten sei. Auch MORONI et al. (2005b) bezeichneten eine
antibiotische Behandlung während der Laktation von chronisch mit S. aureus
infizierten Ziegen als nicht sinnvoll.
2.6.1.2 Trockenstellen unter antibiotischem Schutz
Mittels Trockenstellen unter antibiotischem Schutz lassen sich bei Milchkühen mit
S. aureus-Mastitis
Heilungsraten
von
50%
bis
80%
(NICKERSON
1993b;
VESTWEBER 1994; HOEDEMAKER 2001) erreichen.
SHPIGEL et al. (2006) verglichen den Therapieerfolg von intrazisternaler und
intramuskulärer Behandlung beim Trockenstellen in einer Milchkuhherde mit 40%iger
S. aureus-Prävalenz. Während die Heilungsrate nach intramuskulärer Applikation
von Cefquinom bei 28% lag, was nahezu der Spontanheilungsrate entspricht, konnte
43
Literaturübersicht
mittels
intrazisternaler
Applikation
von
Nafcillin,
Benzylpenicillin
und
Dihydrostreptomycin als Kombinationspräparat die Heilungsrate auf bis zu 80%
gesteigert und die Neuinfektionsrate im Vergleich zur systemischen Behandlung
deutlich gesenkt werden. Dennoch konnte die Herde nicht vollständig von S. aureus
befreit werden.
NICKERSON und OWENS (1993) sehen zwar, ebenso wie SEARS und MCCARTHY
(2003), leichte Vorteile bei der Antibiotikatherapie beim Trockenstellen gegenüber
der Laktationstherapie, weisen aber auch darauf hin, dass nicht alle chronischen
S. aureus-Mastitiden eliminiert werden können, kein Schutz vor Neuinfektionen
besteht, die Empfänglichkeit für Umwelterreger in therapierten Eutervierteln steigt
und die Rückstandsproblematik zu bedenken sei. Wenn eine Behandlung erfolgt,
sollten alle Kühe eines Bestandes behandelt werden.
In Frankreich wurden 2003 (BERGONIER et al.) 84,3% der Ziegenherden mit
antibiotischen Trockenstellern behandelt. Im Gegensatz zu Kühen wird beim kleinen
Wiederkäuer empfohlen, Tiere selektiv, z.B. nach der Durchführung eines CMTs, zu
behandeln. Insbesondere bei Ziegen sollte die Rückstandsproblematik bei der
Anwendung von Antibiotika zum Trockenstellen Beachtung finden, da die
Trockenstehphase hier häufig kürzer ausfällt (BERGONIER et al. 2003). Zum Teil ist
die Applikation von Antibiotika zum Trockenstellen bei Ziegen auch gar nicht möglich,
da auf eine Trockenstehphase verzichtet wird und die Ziegen durchgehend gemolken
werden.
2.6.2 Maßnahmen im Herdenmanagement
Zur Sanierung einer mit S. aureus infizierten Milchkuhherde wurden zusätzlich zu
therapeutischen Maßnahmen oder auch als alleiniges Kontrollprogramm viele
Möglichkeiten aufgezeigt, das Herdenmanagement zu verbessern und so die
Infektionskette zu unterbrechen. Da S. aureus in der Regel als „kuhassoziierter“
Erreger gehandelt wird, liegt das Hauptaugenmerk dieser Verbesserungen auf den
Melkzeiten, denn diese stellen die Hauptübertragungszeiten dar. Hier ist sowohl auf
eine einwandfreie Melktechnik als auch insbesondere auf eine gute Melkhygiene zu
achten (HOEDEMAKER 2001; BARKEMA et al. 2006). Die Melkhygiene beinhaltet
das Vormelken, die Zitzenreinigung mit Einmaltüchern, das Zitzendippen (mit einem
44
Literaturübersicht
Präparat, das eine desinfizierende und eine pflegende Komponente enthält) nach
dem Melken und nicht zuletzt die Arbeit des Melkers mit behandschuhten Händen.
Diese Maßnahmen sind nötig, um die Verschleppung bzw. Übertragung von
S. aureus
über die Zitzenhaut oder die Hände des Melkers zu verhindern oder
zumindest einzugrenzen. Bezüglich des Dippmittels ist zu bedenken, dass
konventionelle Präparate bei ökologischer Milchwirtschaft nicht eingesetzt werden
dürfen (CONTRERAS et al. 2007).
Auch beim kleinen Wiederkäuer stellen Tiere mit subklinischen bzw. chronischen
Mastitiden oder auch Dermatitiden die Hauptinfektionsquelle dar, so dass auch hier
die Übertragung v.a. während des Melkens stattfindet. Als weiterer wichtiger Vektor
sind allerdings die milchräubernden Lämmer zu nennen (BERGONIER et al. 2003;
CONTRERAS et al. 2007).
Einige Autoren raten über die Melkhygiene hinaus zur Einhaltung einer konstanten
Melkreihenfolge, bei der junge und bekannt gesunde Tiere zuerst, infizierte stets
zuletzt gemolken werden (BERGONIER et al. 2003; ZECCONI 2006). Als Steigerung
dieser Maßnahme bei hoher Prävalenz bietet sich die Bildung von S. aureuspositiven und negativen Gruppen an. Allerdings stellten MIDDLETON et al. (2001)
fest, dass die Trennung von Kühen während des Melkens in Gruppen
Neuansteckungen nicht verhindern konnte. Auch NICKERSON und OWENS (1993)
waren der Meinung, die Gruppenbildung habe keinen positiven Einfluss auf die
S. aureus-Prävalenz.
Das Merzen chronisch infizierter Tiere wird meist als die effektivste Maßnahme in der
S. aureus-Bekämpfung betrachtet (NICKERSON u. OWENS 1993; BARKEMA et al.
2006). Um die Übertragung während des Melkens durch ein Ausscheider-Tier zu
minimieren, kann auch das betroffene Viertel bzw. die betroffene Hälfte des Euters
trocken gestellt werden.
Mit Hilfe eines Kontrollprogramms versuchten SOMMERHÄUSER et al. (2003)
sieben Milchkuhherden in Bezug auf S. aureus-Mastitis zu sanieren. Das Programm
umfasste Vormelken, Euterreinigung mit Einmalpapiertüchern, Zitzendippen, gute
Melktechnik, Merzen von Tieren mit einem dauerhaften Gehalt an somatischen
Zellen >100.000/ml Milch bzw. mit S. aureus-positivem kulturellem Befund der Milch
45
Literaturübersicht
und die Remontierung ausschließlich aus dem eigenen Bestand. In den meisten
Herden sanken die Inzidenz und Prävalenz von S. aureus-Mastitiden, während das
Vorkommen von Umweltkeimen als Mastitiserreger zunahm. In drei Herden zeigte
sich bei der Typisierung der S. aureus-Isolate, dass diese die typischen Merkmale
eines
„kuhassoziierten“
Erregers
aufwiesen
(einzelner
Stamm
mit
großer
Ausbreitung) und durch das Kontrollprogramm zu reduzieren waren. In drei anderen
Herden kamen viele verschiedene, wenig verbreitete Stämme vor, die sich somit
mehr wie „Umweltkeime“ verhielten und durch die eingeleiteten Maßnahmen nicht
immer zu kontrollieren waren. Auch MIDDLETON et al. (2001) postulierten, dass die
verschiedenen S. aureus-Stämme bedingt durch eine variierende Kontagiosität eine
unterschiedliche „Resistenz“ gegenüber Kontrollmaßnahmen aufwiesen.
ZECCONI (2006) entwickelte ebenfalls ein Kontrollprogramm, welches sich für
Milchkuhherden mit einer S. aureus-Prävalenz von 10 bis 20% eignet. Innerhalb von
18 Monaten konnte die Prävalenz auf unter 1% gesenkt werden. Bestandteil des
Programms waren im Wesentlichen die oben genannten Verbesserungen der
Melkhygiene sowie die Gruppenbildung und ein spezielles Probennahmeschema.
Zusätzlich sollte auf eine gute Hygiene insbesondere der Einstreu und auch des
restlichen Stalls geachtet werden, da insbesondere bei einer hohen S. aureusPrävalenz auch die Einstreu, Arbeitsgeräte, Wasser, Futter, Insekten und sogar die
Luft als Vektor in Frage kommen (HOEDEMAKER 2001; BERGONIER et al. 2003).
NAGAHATA et al. (2007) erzielten mit verbesserter Melkhygiene und antibiotischem
Trockenstellen in einer Milchkuhherde mit einer S. aureus-Prävalenz von 41,2% eine
Reduktion der somatischen Zellgehalte sowie eine Erregerelimination nach 18
Monaten. In einer erneuten Beprobung nach 33 Monaten konnte allerdings bei 2%
der Tiere wieder S. aureus in den Milchproben nachgewiesen werden.
2.6.3 Vakzination
In vielen Ländern werden mittlerweile Vakzinen gegen Mastitiden und insbesondere
auch gegen S. aureus-Mastitiden sowohl bei Rindern als auch bei kleinen
Wiederkäuern eingesetzt (BERGONIER et al. 2003). Ziel der Vakzination sollte die
Förderung der Selbstheilung bereits bestehender, v.a. subklinischer Mastitiden sowie
die
Verhinderung
von
Neuinfektionen
46
sein
(HOEDEMAKER
et
al.
2001).
Literaturübersicht
NORDHAUG et al. (1994a) erhofften sich von der idealen Vakzine das Verhindern
des Angehens einer Infektion sowie der Entwicklung einer Entzündung. Ebenfalls als
wünschenswert betrachteten sie aber die Herabsetzung des Schweregrades der
klinischen Symptome der Mastitiden sowie eine schnellere Bakterienclearance.
Konkreter wurden O’BRIEN et al. (2001), denn sie nannten als Ziel der Impfung die
Erhöhung der Effektivität der neutrophilen Granulozyten bei der Phagozytose von
S. aureus durch eine erhöhte Konzentration opsonisierender Antikörper in der Milch.
LEE (1996) ergänzte, dass die induzierten Antikörper Toxine neutralisieren sollten.
Da die natürliche Infektion keinen ausreichenden Schutz vor einer neuerlichen
Infektion bietet, sollten die bakteriellen Antigene in der Vakzine durch z.B. ein
geeignetes Adjuvans oder ein spezielles Impfregime unterstützt werden, um die
Immunantwort zu verbessern (TALBOT u. LACASSE 2005). Des Weiteren sollte die
Vakzine
keine
unerwünschten
Nebenwirkungen
wie
Gewebeschäden
des
sekretorischen Gewebes oder einen Milchleistungsrückgang auslösen (SUTRA u.
POUTREL 1994).
Als wichtigster wirtschaftlicher Vorteil der Vakzine gegenüber der Behandlung mit
Antiinfektiva ist die in der Regel wesentlich kürzere Wartezeit für die Milch zu sehen
(WIDEL 1994), die insbesondere auch ökologisch wirtschaftenden Betrieben
entgegen kommt, welche stets die doppelte Wartezeit einzuhalten haben (ANONYM
2008).
Um die gesteckten Ziele zu erreichen wurden bereits zahlreiche verschiedene
Vakzinen in etlichen Studien erprobt. Der Großteil dieser Versuche wurde allerdings
am Rind durchgeführt. Im Folgenden soll ein kurzer Überblick über die bereits
abgelaufenen Untersuchungen gegeben werden.
2.6.3.1 Zusammensetzung von S. aureus-spezifischen Vakzinen
2.6.3.1.1 Antigene
2.6.3.1.1.1 Lebende Bakterien
Bezüglich der Antigene ist zunächst die Unterscheidung von Lebend- und Totvakzine
wichtig. Der Großteil der in den Studien verwendeten Impfstoffe ist den Tot- bzw.
47
Literaturübersicht
Inaktivatvakzinen zuzuordnen, jedoch kamen in einigen Untersuchungen auch nicht
abgetötete S. aureus zum Einsatz. WATSON (1984) erprobte eine subkutan zu
verabreichende Lebendvakzine an tragenden Färsen. Die Bakterien waren zuvor
mittels mehrmaliger Subkultivierung (bis zum Verlust der hämolytischen Aktivität)
attenuiert worden. Zwar entwickelten sich Abszesse an der Applikationsstelle, aber
sie bot zwei bis drei Wochen post partum (p.p.) guten Schutz vor einer
experimentellen Infektion via Strichkanal mit 102 S. aureus.
PELLEGRINO et al. (2008) impften hochtragende Färsen mit einer avirulenten
Mutante von S. aureus, die von BOGNI et al. (1998) beschrieben worden war. Nach
der experimentellen Infektion 10 Tage p.p. mit dem homologen virulenten Stamm
entwickelte nur die Hälfte der geimpften Tiere eine Mastitis, jedoch alle Kontrolltiere.
Des Weiteren blieb die Zellzahl bei den vakzinierten Tieren niedriger, die
Milchleistung lag um 20% höher und die spezifische Antikörperkonzentration (IgG)
zeigte sich sowohl im Serum als auch in der Milch deutlich höher als bei den
Kontrolltieren.
In einigen an Schafen durchgeführten Untersuchungen wurden die Wirkungen einer
Tot- und einer Lebendvakzine unmittelbar miteinander verglichen. Diese zeigten,
dass mit einer Lebendvakzine geimpfte Tiere nach einer experimentellen Infektion
stets eine geringere Ausprägung der klinischen Symptome sowie eine erhöhte
Milchleistung gegenüber den mit einer Totvakzine geimpften Tieren aufwiesen. Zwar
zeigten Tiere nach Impfung mit der Inaktivatvakzine, sofern ein Adjuvans verwendet
worden war, höhere Serum-Antikörpertiter, jedoch brachte die Lebendvakzine eine
verbesserte Zellantwort mit spezifischen Antikörpern mit sich. Diese verbesserte
Zellantwort zeigte sich in einer höheren Konzentration an Leukozyten (v.a.
Lymphozyten) in der efferenten Lymphe des Ln. popliteus von Schafen, denen zuvor
eine
S. aureus-spezifische
Lebend-
bzw.
Inaktivatvakzine
im
Bereich
der
Hintergliedmaße subkutan appliziert worden war (KENNEDY et al. 1981). Alle
Untersucher betrachteten die Antikörper-Antwort in der Milch als vernachlässigbar.
Diese Ergebnisse zeigten sich auch nach experimenteller Infektion mit einem
heterologen Stamm (WATSON u. LEE 1978; KENNEDY et al. 1981; WATSON u.
KENNEDY 1981).
48
Literaturübersicht
2.6.3.1.1.2 Abgetötete (inaktivierte) Bakterien
Der Großteil der in den Untersuchungen verwendeten Vakzinen enthielt abgetötete
Bakterien,
jedoch
häufig
zusätzliche
Bestandteile
wie
z.B.
Toxoide
oder
Exopolysaccharide (siehe Kapitel 2.6.3.1.1.3 und 2.6.3.1.1.4). An dieser Stelle sollen
zunächst nur Studien erwähnt werden, in denen mit Vakzinen gearbeitet wurde, die
neben diesen abgetöteten Bakterien ausschließlich Adjuvantien enthielten.
In einem Impfversuch mit hochtragenden Schafen verwendeten HADIMLI et al.
(2005) eine polyvalente Vakzine, die neben abgetöteten S. aureus auch abgetötete
S. epidermidis, S. simulans und S. saprophyticus sowie Aluminiumhydroxid als
Adjuvans enthielt. Diese bewirkte einen Anstieg von spezifischen IgG-Antikörpern
sowohl im Blut- als auch im Milchserum und eine verminderte Rate an S. aureusMastitiden nach der Lammung bei den Impflingen verglichen mit den Kontrolltieren.
LUBY et al. (2007) erprobten den in den USA kommerziell erhältlichen Impfstoff
Lysigin® (Boehringer Ingelheim Vetmedica Inc., St.Joseph, MO, USA) an tragenden
Färsen. Dieser Impfstoff enthält S. aureus-Stämme der Kapsel-Serotypen 5, 8 und
336. Nach experimenteller Infektion der Tiere mit einem heterologen Stamm an Tag
6, 7 und 8 der Laktation schieden abgesehen von einem Impfling alle den Stamm bis
zum Ende der Studie aus, obwohl spezifische IgG-Antikörper sowohl in der Milch als
auch im Blutserum deutlich angestiegen waren.
Mit einer Vakzine („Mastivac I“) bestehend aus drei inaktivierten Feldisolaten von
S. aureus und unvollständigem Freund’schen Adjuvans (FICA) impften LEITNER et
al. (2003a) Kühe und unterzogen sie anschließend einer experimentellen Infektion
mit einem der in der Vakzine enthaltenen S. aureus-Stämme. Hier zeigten sich in der
Gruppe der Impflinge signifikant weniger S. aureus-Ausscheider als in der
Kontrollgruppe.
2.6.3.1.1.2.1 Stallspezifische Vakzinen
In Ermangelung eines zugelassenen Impfstoffes gegen S. aureus-Mastitiden werden
in Milchviehbeständen in Deutschland häufig stallspezifische Vakzinen eingesetzt.
Diese enthalten im betreffenden Betrieb isolierte Bakterien in inaktivierter Form und
kamen auch in zwei Studien von 2001 zum Einsatz. HOEDEMAKER et al. (2001)
49
Literaturübersicht
setzten eine stallspezifische Vakzine in einer Milchviehherde mit einer S. aureusPrävalenz von 20-30% ein. Nach der Einführung der Vakzine stieg die S. aureusPrävalenz sowohl in der Behandlungs- als auch in der Kontrollgruppe zunächst an
und es zeigten sich keine signifikanten Unterschiede bezüglich der Zellzahlen
zwischen den Gruppen. Der Serumtiter spezifischer Antikörper stieg nach der 2.
Impfung nicht weiter an. Die stallspezifische Vakzine brachte in diesem Fall,
eventuell bedingt durch den variierenden Immunstatus in der Herde vor der Impfung,
also nicht den gewünschten Erfolg.
TENHAGEN et al. (2001) impften Färsen mit einer Vakzine, die neben zwei
stallspezifischen S. aureus-Stämmen Aluminiumhydroxid als Adjuvans enthielt. Nach
dem Kalben zeigten sich keine signifikanten Unterschiede bezüglich der S. aureusPrävalenz sowie der Ausprägung der klinischen Symptome im Fall einer S. aureusMastitis zwischen der Behandlungs- und der Kontrollgruppe. Lediglich die Zellzahlen
tendierten bei den Impflingen zu geringeren Werten.
2.6.3.1.1.3 Toxoide
In zahlreichen Studien wurden für die Vakzine neben abgetöteten Bakterien auch
inaktivierte Toxine als Antigene genutzt. So enthielt die von NICKERSON et al.
(1993) bei Rindern genutzte Vakzine abgetötete S. aureus des Stamms JG80,
Toxoide sowie Dextransulfat und FICA als Adjuvantien. Bereits DERBYSHIRE und
SMITH (1969) benutzten für die Immunisierung von Ziegen sowohl abgetötete
S. aureus als auch Toxoid. Auch in den Untersuchungen von NORDHAUG et al.
(1994a), MCDOWELL und WATSON (1974), TOLLERSRUD et al. (2002), WATSON
(1992b), WATSON et al. (1996) sowie WATSON und DAVIES (1993) wurde mit
Vakzinen gearbeitet, die unter anderem Toxoide als antigenen Bestandteil enthielten.
Die Ergebnisse dieser Untersuchungen zeigen hauptsächlich insbesondere weniger
klinische S. aureus-Mastitiden sowohl nach künstlicher Infektion (MCDOWELL u.
WATSON 1974; NICKERSON et al. 1993) wie auch in Feldversuchen (NORDHAUG
et al. 1994a; WATSON et al. 1996) im Vergleich zu den Kontrolltieren. Außerdem
wurden meist höhere Milchleistungen und geringere somatische Zellgehalte bei
geimpften Tieren festgestellt.
50
Literaturübersicht
2.6.3.1.1.4 Kapsel und Pseudokapsel
Da S. aureus in der Regel von einer Kapsel und bei Beteiligung an einem
Mastitisgeschehen
häufig
auch
von
einer
Pseudokapsel
bestehend
aus
Exopolysacchariden („Schleim“) umgeben ist (s.o.), wurden in einigen Vakzinen
diese Exopolysaccharide als Antigene integriert. Beispielsweise war dies bei den von
GIRAUDO et al. (1997) und TOLLERSRUD et al. (2002) in ihren Untersuchungen an
Milchrindern bzw. Schafen verwendeten Vakzinen der Fall. Für ihre Untersuchungen
an Schafen verwendeten AMORENA et al. (1994) neben inaktivierten S. aureus, S.
simulans und Toxoid in Liposomen inkorporierte Exopolysaccharide. Nachdem die
Schafe vor der Lammung zweimal geimpft und 4 Wochen post partum (p.p.) mit
S. aureus bzw. S. simulans experimentell infiziert worden waren, traten signifikant
weniger häufig Mastitiden auf und die spezifischen Serum-Antikörpertiter waren
deutlich höher als bei Tieren, die eine Vakzine ohne Exopolysaccharide in
Liposomen erhalten hatten. Vor der Infektion mit S. aureus bot nur die Vakzine mit
den oben genannten Bestandteilen Schutz.
Eine weitere Möglichkeit, die Vakzine mit diesen Antigenen zu versorgen, ist die
Kultivierung von S. aureus unter „in vivo“-Bedingungen. Hierbei wird der Kultur Milch
zugesetzt, was die Bildung der charakteristischen Pseudokapsel auslöst, welche bei
Kultivierung unter Standard-Laborbedingungen ausbleibt (WATSON u. KENNEDY
1981; WATSON u. WATSON 1989).
2.6.3.1.1.5 Clumping Faktor A (ClfA)
Eine Vakzine, die Antikörper gegen ClfA induziert, soll die Anlagerung von S. aureus
an Epithelzellen der Zisternenschleimhaut reduzieren und die Phagozytose von
freien S. aureus steigern. Bei der ersten Erprobung einer DNA-Vakzine gegen ClfA
an Mäusen wurden zwar Antikörper induziert, die bei der Clearance von S. aureus
hilfreich
waren,
jedoch
boten
sie
keinen
Schutz
vor
einer
künstlichen
intraperitonealen Infektion mit S. aureus (BROUILLETTE et al. 2002).
Später wurde diese DNA-Vakzine, gefolgt von einem Protein-Booster, auch bei
Färsen eingesetzt. Erst nach der Boosterung stiegen die ClfA-spezifischen
Antikörper in der Milch deutlich an, wobei der Anstieg der IgA-Konzentration nur kurz
51
Literaturübersicht
ausfiel. Geimpfte Färsen zeigten nach einer experimentellen Infektion weniger
Bakterien in der Milch und weniger schwere klinische Symptomatik, aber keinen
Unterschied im Gehalt an somatischen Zellen gegenüber der Kontrollgruppe
(SHKRETA et al. 2004). EL-DIN et al. (2006) verwendeten neben der DNA-Vakzine
diverse genetische Adjuvantien um die Immunantwort zu verstärken.
2.6.3.1.1.6 Protein A
Da es sich bei Protein A um einen der wichtigsten Virulenzfaktoren von S. aureus
handelt, wurde schon früh versucht, dieses als Antigen in Vakzinen einzusetzen.
Schon 1985 wurde die Wirkung einer Protein A-Vakzine mit der von Somato-Staph™
(Vorläufer des bereits erwähnten Lysigin®) bei Kühen in der ersten Laktation
verglichen. Die Belastbarkeit der Immunität wurde überprüft, indem die Zitzen der
Kühe für die Dauer eines Jahres einmal täglich an fünf Tagen pro Woche in eine
S. aureus-Suspension getaucht wurden. Zwar war die Inzidenz intramammärer
Infektionen in allen Gruppen ähnlich, jedoch stieg die spontane Heilungsrate von
47% in der Kontrollgruppe auf 73% bei den mit Somato-Staph™ geimpften Tieren
und auf sogar 83% in der Protein A-Gruppe. Außerdem sank der Gehalt an
somatischen Zellen in den Impfgruppen (NICKERSON et al. 1985; PANKEY et al.
1985).
RYŠÁNEK et al. (1988) verwendeten in ihrer Untersuchung an Kühen eine Vakzine,
die abgetötete S. aureus, Toxoide von α- und β-Toxinen, Protein A und
Aluminiumhydroxid als Adjuvans enthielt. Nach experimenteller Infektion mit einem
heterologen Stamm konnte zwar kein S. aureus in der Milch nachgewiesen werden,
aber es entwickelten sich bei 19 Tieren klinische Mastitiden (gegenüber 26 in der
Kontrollgruppe).
2.6.3.1.1.7 Weitere Antigene
O’BRIEN et al. (2001) verwendeten für ihre Untersuchungen an Kühen keine ganzen
inaktivierten S. aureus sondern ein Lysat der Bakterien, welches zur Verlängerung
der Immunantwort in Mikropartikel eingeschlossen wurde. So wurde ein längerer
Antigen-Kontakt bei einmaliger Applikation gewährleistet, was zu einer gesteigerten
Phagozytose über einen längeren Zeitraum führte.
52
Literaturübersicht
Ebenfalls eine Verlängerung der Immunantwort erreichten TOLLERSRUD et al.
(2001) bei Färsen mit einer Vakzine, die ein Konjugat aus Kapselpolysaccharid 5
(CP 5) und humanem Serumalbumin enthielt. Die Antikörperantwort im Serum erwies
sich als vergleichbar stark und ebenso langanhaltend wie die auf eine Impfung mit
ganzen abgetöteten Bakterien und Mineralöl als Adjuvans.
Da nur eine begrenzte Anzahl verschiedener S. aureus-Stämme und damit
verschiedener Antigene in einer Vakzine verwendet werden kann, aber nicht immer
eine Kreuzreaktivität gegeben ist, entwickelten PEREZ-CASAL et al. (2006) ProteinChimären, die in Mäusen eine starke humorale und zelluläre Antwort hervorriefen.
CHANG et al. (2008) erprobten an Kühen den in Korea erhältlichen Impfstoff
MastaVac™, der rekombinante, Enterotoxin C produzierende S. aureus-Mutanten
enthält. Nach der intrazisternalen Verabreichung von drei - subklinische Mastitiden
verursachenden - S. aureus-Stämmen an die geimpften Tiere schied keines dieser
Tiere S. aureus aus, wohl aber 75% der Kontrolltiere. Auch der Gehalt an
somatischen Zellen blieb bei den Impflingen auf einem niedrigen Level.
2.6.3.1.2 Adjuvantien
Adjuvantien haben unterschiedliche Funktionen, z.B. die Induktion einer lokalen
Entzündung, die Schaffung eines „Antigendepots“, Gewebezerstörung und damit
eine
Alarmierung
der
Immunzellen
sowie
die
Stimulation
von
Antigen-
präsentierenden Zellen. Je nach Adjuvans kann somit die Immunantwort moduliert
werden. TOLLERSRUD et al. (2002) verglichen die Antikörper-Antwort im Serum von
Schafen, welche mit einer Vakzine geimpft wurden, die neben zwei inaktivierten
S. aureus-Stämmen, α- und β-Toxoid sowie Exopolysacchariden entweder Mineralöl
oder Carbopol als Adjuvans enthielt. Beide Varianten führten zu einer geringeren
Rate an klinischen Mastitiden verglichen mit der Kontrollgruppe, jedoch zu
unterschiedlichen Antikörperantworten. So kam es nur bei der Vakzine mit Mineralöl
zu einem Anstieg an Anti-β-Toxin-IgG (Antikörpern), der Titer von Anti-α-Toxin-IgG
stieg bei Verwendung von Mineralöl schneller an. Was jedoch die Anti-Kapsel-IgG
betrifft, so führte Carbopol zu höheren Titern als Mineralöl.
LEE et al. (2005) verwandten für die Impfung von Kühen eine trivalente Vakzine mit
FICA oder Aluminiumhydroxid als Adjuvans. Zwar sorgte beides für einen Anstieg
53
Literaturübersicht
von spezifischen IgG im Serum, jedoch wurde bei Anwendung von FICA mehr das
Phagozytose fördernde IgG2 gebildet.
Eine besonders gute IgG2-Antwort wurde in verschiedenen Studien sowohl an
Schafen als auch an Kühen durch Dextransulfat hervorgerufen (WATSON 1992b;
WATSON u. DAVIES 1993). Außerdem gaben die Autoren an, dass die Kombination
von Dextransulfat und Mineralöl zu einer mindestens ein Jahr andauernden
spezifischen IgG2-Antwort führt. Zu bedenken ist die Toxizität von Dextransulfat, die
bei hohen Konzentrationen des Adjuvans mit steigender Anzahl inaktivierter
Bakterien in der Vakzine zunimmt. Bei Schafen sollte daher laut WATSON und
DAVIES (1993) die Dosis Dextransulfat einen Wert von 10 mg/kg nicht
überschreiten. Auch lokale Reaktionen an der Applikationsstelle wie Schwellungen
sind häufig und waren auch in den genannten Untersuchungen zu beobachten. Bei
Verwendung von Mineralöl kam es stets zu granulomatösen Läsionen an der
Applikationsstelle.
Ein ebenfalls von WATSON und DAVIES (1993) erprobter Calcium-Phosphat-Zusatz
blieb verglichen mit der Vakzine ohne Adjuvans ohne signifikanten Effekt auf die
Antikörper-Antwort.
2.6.3.2 Applikationsformen
2.6.3.2.1 Systemisch
Bei der Mehrzahl der durchgeführten Impfversuche gegen S. aureus-Mastitis wurden
die Tiere systemisch, also entweder subkutan oder intramuskulär geimpft. Auf Grund
der Vielzahl der hierfür verwendeten verschiedenen Lokalisationen sollen diese hier
nicht näher erläutert werden. Die systemische Applikation kam sowohl beim kleinen
Wiederkäuer (AMORENA et al. 1994) als auch beim Rind zum Einsatz (WATSON et
al. 1996) und führte je nach Zusammensetzung der verabreichten Vakzine zu
Abszessen (DERBYSHIRE 1961), Granulomen (KENNEDY u. WATSON 1982) oder
vorübergehenden Schwellungen (GIRAUDO et al. 1997) an der Applikationsstelle.
54
Literaturübersicht
2.6.3.2.2 Lokal – nahe Lnn. inguinales superficiales
Um die lokale Immunität gezielter zu erhöhen, wurden Vakzinen zunehmend auch
(O'BRIEN et al. 2001; LEE, J. W. et al. 2005) bzw. ausschließlich (NORDHAUG et al.
1994a; HOEDEMAKER et al. 2001; TOLLERSRUD et al. 2002) subkutan in die Nähe
der Lymphonodi (Lnn.) inguinales superficiales verabreicht. NICKERSON et al.
(1985; 1993) verglichen bei Kühen die intramuskuläre Verabreichung mit der
Verabreichung in die Nähe der genannten Lymphknoten und stellten eine höhere
Zell- und Antikörperantwort bei der letzteren Variante fest. Allerdings konnte kein
offensichtlicher Zusammenhang zwischen der Heilungsrate von S. aureus-Mastitiden
und der Leukozytenanzahl in der Zitze nachgewiesen werden.
2.6.3.2.3 Lokal – intrazisternal (i.z.)
Die lokale Immunantwort der Schleimhäute soll durch die lokale Applikation des
betreffenden Antigens am besten stimuliert werden. Bestätigt wurde dies durch
Untersuchungen, bei denen nach intramammärer Vakzination ein deutlicher Anstieg
spezifischer Antikörper in der Milch nachgewiesen wurde, welcher relativ gesehen
größer ausfiel als der Anstieg im Blut (NONNECKE et al. 1986). Auch WILSON et al.
(1972) verzeichneten einen deutlichen Anstieg von spezifischen IgG1 und IgA in der
Milch, nachdem sie Färsen in der Hochträchtigkeit mit einer Vakzine gegen E.coli
intrazisternal geimpft hatten. Mit lyophilisierten CP 5 und 8 S. aureus-Stämmen
impften BARRIO et al. (2003) Kühe in gleicher Weise und mit ähnlichem Ergebnis.
Bezüglich der intrazisternalen Verabreichung von Vakzinen in der Trockenstehphase
wiesen RYŠÁNEK et al. (1988) allerdings darauf hin, dass dies zu einer Schädigung
des sekretorischen Gewebes und somit zu einer geringeren Aktivität desselbigen in
der Folgelaktation führen kann.
Bei Impfversuchen an Ziegen stellte DERBYSHIRE (1961) fest, dass nach einer
intrazisternalen Immunisierung und anschließender experimenteller Infektion mit
S. aureus weniger schwere klinische Symptome auftraten als bei ungeimpften
Euterhälften. In einer weiteren Studie impften DERBYSHIRE und SMITH (1969)
Ziegen mit einer Vakzine bestehend aus inaktivierten S. aureus und Toxoiden in der
Trockenstehphase i.z., was zunächst zu Fieber, Schwellung der betroffenen
55
Literaturübersicht
Euterhälfte und später zu einem geringeren Aufeutern dieser Euterhälfte führte.
Allerdings waren vakzinierte Euterhälften nach experimenteller Infektion mit dem
homologen Stamm im Gegensatz zu Kontrollhälften klinisch unauffällig und wiesen
bereits vor der Infektion erhöhte Antikörpertiter im Milchserum auf. Auch CHANG et
al. (1981) stellten fest, dass der Antikörpertiter nur in den jeweils i.z. geimpften
Vierteln von trocken stehenden Kühen und im Blut anstieg, nicht jedoch in den
ungeimpften Vierteln derselben Kuh.
In einer Untersuchung an hochtragenden Schafen, in der die Effekte intrazisternaler
und intramuskulärer Applikation einer Vakzine aus inaktivierten S. aureus und
Toxoiden auf den Ausgang einer experimentellen Infektion verglichen wurden, zeigte
sich, dass die intrazisternale Vakzinierung den besseren Schutz bot (MCDOWELL u.
WATSON 1974). Der Antikörpertiter in der Milch war nach i.z. Impfung deutlich
höher,
die Tiere
zeigten
nach
experimenteller Infektion weniger klinische
Symptomatik und einen geringeren Rückgang der Milchleistung als systemisch
geimpfte Tiere.
Die Kombination von systemischer und intrazisternaler Applikation einer S. aureusspezifischen Vakzine in der Trockenstehphase bedingt laut WATSON und
LASCELLES (1975) höchste Antikörpertiter im Kolostrum.
Dass auch eine intrazisternale Vakzination während der Laktation möglich ist,
zeigten GARCÍA et al. (1996) an Mäusen, denen sie eine thermosensitive S. aureusMutante i.z. applizierten. Nach der Impfung wurden deutlich mehr spezifische IgA in
der Milch der Mäuse nachgewiesen und nach experimenteller Infektion wesentlich
weniger Bakterien ausgeschieden als dies bei intraperitonaeal geimpften Tieren der
Fall war.
2.6.3.3 Applikationszeitpunkt
Im Wesentlichen lassen sich zwei Zeitpunkte für die Vakzination unterscheiden: die
Laktation und die Trockenstehphase. Bei dem Großteil der durchgeführten
Impfversuche, unabhängig davon, ob diese an Rindern oder kleinen Wiederkäuern
durchgeführt wurden, wurde die Trockenstehphase als Zeitpunkt für die Vakzination
gewählt. Dies ist unter Anderem darin begründet, dass die Impfung laut ANDERSON
(1978) zunächst immer zu einer - wenn auch milden - Mastitis führen muss, was mit
56
Literaturübersicht
einer Erhöhung der Zellzahl einhergeht. Dies ist während der Laktation insbesondere
in Rinderbetrieben aufgrund der einzuhaltenden Zellzahlgrenzwerte unerwünscht
(NORDHAUG et al. 1994b). Des Weiteren zeigten bereits früh durchgeführte
Versuche, dass die Impfung während der Trockenstehphase zu hohen spezifischen
Antikörpertitern im Kolostrum führt (WATSON u. LASCELLES 1975).
In den seltenen Fällen, in denen die Vakzination während der Laktation stattfand, war
dies teilweise durch die begleitende intramammäre Antibiotikatherapie (s.u.) bedingt
(LUBY u. MIDDLETON 2005; SMITH et al. 2006). HOEDEMAKER et al. (2001)
kombinierten beide Zeitpunkte, indem sie die Grundimmunisierung der Kühe
während der Laktation, die Boosterung hingegen in der Trockenstehphase
durchführten.
GÓMEZ
et
al.
(1998)
verabreichten
Mäusen
eine
attenuierte
S. aureus-
Lebendvakzine entweder in der frühen Laktation oder in der Hochträchtigkeit
intramammär und konnten bei beiden Varianten einen signifikanten Anstieg
spezifischer IgA-Antikörper in der Milch, einen guten Schutz vor experimenteller
Infektion sowie keine unerwünschten Nebenwirkungen verzeichnen.
In einem Versuch mit Färsen wurden die Tiere entweder vier und acht Wochen a.p.
oder eine und fünf Wochen p.p. subkutan mit einer Vakzine gegen S. aureus geimpft.
Die S. aureus-Prävalenz sank bei den a.p. geimpften Tieren um 64%, bei den p.p.
geimpften sogar um 68% gegenüber der Kontrollgruppe. Die Ergebnisse beider
Impfgruppen unterschieden sich nicht signifikant voneinander. Weiterhin war kein
Unterschied bezüglich des Gehaltes an somatischen Zellen festzustellen (GIRAUDO
et al. 1997).
2.6.4 Kombination von Vakzination und Antibiose
Da meistens weder eine konventionelle Antibiotikatherapie noch eine Vakzination
allein ausreichen, um chronische S. aureus-Mastitiden zu heilen, wurde auch die
Kombination beider Verfahren an chronisch mit S. aureus infizierten Kühen getestet.
Hierbei wurde jeweils eine verlängerte intramammäre Pirlimycin-Therapie mit der
Verabreichung von Lysigin® (s.o.) gemäß unterschiedlicher Impfschemata kombiniert.
Während SMITH et al. (2006) eine Heilungsrate von 40% gegenüber 9% in der
Kontrollgruppe postulierten, konnten LUBY und MIDDLETON (2005) zwar einen
57
Literaturübersicht
Anstieg der Heilungsrate, aber keinen klaren Vorteil gegenüber der ausschließlichen
verlängerten Antibiotikatherapie verzeichnen.
58
Material und Methoden
3 Material und Methoden
3.1 Vorversuch
Zur Überprüfung der Verträglichkeit des Impfstoffes bei intrazisternaler Applikation
wurde dieser Applikationsweg im Vorfeld an zwei Ziegen des Betriebes A, die zu
diesem Zweck in die Klinik für kleine Klauentiere verbracht worden waren, getestet.
Die Tiere wurden gemeinsam auf Stroh aufgestallt und mit Heu und pelletiertem
Kraftfutter gefüttert. Wasser stand ad libitum zur Verfügung. Die beiden Ziegen
wurden zweimal täglich von Hand gemolken, wobei Handschuhe getragen wurden
(nobaglove Latex, Fa. NoBa Verbandmittel Danz GmbH & Co. KG, Wetter). In
regelmäßigen Abständen wurden Milchproben entnommen, die im Institut für
Lebensmittelqualität und –sicherheit der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
mittels der für den Hauptversuch beschriebenen Methoden kulturell und auf ihren
Gehalt an somatischen Zellen untersucht wurden.
Nachdem die Ziegen am Morgen ausgemolken worden waren, wurden ihnen in der
für
den
Hauptversuch
stallspezifischen
beschriebenen
Vakzine
intrazisternal
Weise
je
appliziert.
Euterhälfte
2,5
Anschließend
ml
wurde
der
in
regelmäßigen Abständen die Rektaltemperatur der Ziegen gemessen sowie über 3
Tage jeweils zur Melkzeit ein CMT durchgeführt.
Bei der zweiten Impfung, die 4 Wochen nach der ersten erfolgte, wurden die
Messung der Rektaltemperatur und der CMT in größeren zeitlichen Abständen
durchgeführt als bei der Erstimpfung.
Um zusätzlich die Verträglichkeit des Impfstoffes in der Hochträchtigkeit zu
überprüfen, wurden die Ziegen in der Trockenstehphase ca. 14 Tage vor der
Lammung subkutan geimpft.
3.2 Versuchstiere
Bei den Versuchstieren handelte es sich um Schafe bzw. Ziegen aus zwei
Milcherzeugerbetrieben mit bekannter S. aureus-Problematik. Im Folgenden sollen
diese Betriebe mit ihren Haltungsbedingungen näher beschrieben werden.
59
Material und Methoden
3.2.1 Betrieb A
Dieser nach EU-BIO-Richtlinien wirtschaftende Milchziegenbetrieb im Landkreis
Cuxhaven hielt im Untersuchungszeitraum 68 bis 79 laktierende bunte deutsche
Edelziegen nebst deren Lämmern, 4 Böcken und ca. 20 Zutretern bzw. Alttieren. Die
laktierenden Ziegen waren in 4, zeitweise auch 5 durch Gitter abgetrennten
Stallabteilen eines Stallraumes aufgestallt. Bis auf einzelne Ausnahmen blieben die
Gruppen, bei ähnlicher Gruppengröße, innerhalb dieser Abteile stabil. Jedes Abteil
entsprach einem Tiefstreustall mit Fressgitter, in welchem die Tiere während des
Melkens fixiert wurden. Gefüttert wurden die Tiere mit einer Heulage (im Anschluss
an das Melken) sowie einer Getreideschrot-Mischung (vor bzw. während des
Melkens). Den Ziegen standen Minerallecksteine und Selbsttränken zur Verfügung.
In den Sommermonaten hatten die Tiere bei trockener Witterung zwischen der
Morgen- und Abendmelkzeit Weidegang.
Zu den Melkzeiten wurden die Ziegen im Fressgitter ihres jeweiligen Stallabteils
fixiert. Gemolken wurde mit einer Eimermelkanlage, die mit Hilfe eines Handwagens
zu den Ziegen transportiert wurde. Die Zitzen wurden trocken gereinigt und es wurde
vorgemolken, anschließend wurde das Melkzeug angesetzt. Der Melker trug
während des Melkens keine Handschuhe. Auch auf Zitzendippen nach dem Melken
wurde verzichtet.
Die ermolkene Milch wurde, bis auf die Menge, die der Lämmerfütterung diente, in
eigener Hofkäserei vollständig zu Rohmilchkäse verarbeitet und auch größtenteils
direkt vermarktet.
Die Lämmer, die bis zur Schlachtung im Herbst aufgezogen wurden, wurden ebenso
wie die Böcke und Alttiere in einem separaten Stall gehalten. Allerdings befanden
sich im Betrieb noch 3 Hunde, mehrere Katzen sowie Hühner und Enten, die alle
mehr oder weniger freien Zugang zu den Stallungen sowie zu den Futtermitteln
hatten. Neben dem Ziegenstall wurden außerdem einige Schweine in einem Koben
mit Auslauf gehalten.
60
Material und Methoden
3.2.2 Betrieb B
In diesem nach Demeter-Richtlinien wirtschaftenden Betrieb im Landkreis Hannover
wurden neben weißen deutschen Edelziegen und Milchschafkreuzungstieren auch
Rinder, Schweine und Geflügel in jeweils separaten Ställen gehalten. Der Bestand
insbesondere an Schafen schwankte im Untersuchungszeitraum stark (39 bis 21
melkende Schafe), die Anzahl melkender Ziegen lag zwischen 24 und 21 Stück.
Neben den melkenden Tieren waren noch deren Lämmer, je 2 Ziegen- und
Schafböcke sowie bis zu 30 Zutreter bzw. Altschafe, die nicht gemolken wurden, im
Bestand. Schafe und Ziegen wurden in einem Stall, aber getrennten Abteilen
gehalten. Es handelte sich jeweils um Tiefstreuställe, und gefüttert wurde den Tieren
überständiges Klee-Heu. Zu den Melkzeiten bekamen die Tiere zusätzlich eine
Getreide-Mineralfutter-Mischung auf dem Melkstand angeboten. Von Frühjahr bis
Herbst hatten die Tiere zwischen der Morgen- und Abendmelkzeit Weidegang.
Die Tiere wurden auf einem aus Holz gefertigten Melkstand mittels tief verlegter
Rohrmelkanlage mit bis zu 12 Melkzeugen gemolken. Zu diesem Zweck wurden sie
je nach Anzahl der jeweils zu melkenden Tiere in 2 bis 3 Gruppen (meist 1 Ziegenund eine Schafgruppe sowie eine gemischte) auf den Melkstand getrieben. Die
Melker (wechselnde Personen) trugen stets Einmalhandschuhe, die Zitzen wurden
trocken gereinigt und es wurde vorgemolken. Nach dem Abnehmen des Melkzeugs
wurden die Zitzen mit einem Jod-Glyzerin-Präparat gedippt.
Die ermolkene Milch diente wie in Betrieb A neben der Lämmerfütterung
hauptsächlich der Herstellung von Rohmilchkäse, welcher durch den Betrieb selbst
vermarktet wurde.
3.3 Versuchsaufbau
3.3.1 Impfung
Nach Erregerisolation aus spontan mit S. aureus infizierten Schafen und Ziegen der
Versuchsbestände wurden jeweils stallspezifische Vakzinen hergestellt (s.u.). Die
Grundimmunisierung erfolgte innerhalb der Laktation. Die Vakzinen wurden dem
Großteil der Tiere (54 Tieren des Betriebes A und 46 Tieren des Betriebes B)
zweimal im Abstand von 4 bis 6 Wochen subkutan (s.c.) an der seitlichen Brustwand
61
Material und Methoden
appliziert, einer kleineren Gruppe (15 Tieren des Betriebes A und 14 Tieren des
Betriebes B) zweimal im selben Abstand intrazisternal (i.z.). Drei Tieren des
Betriebes B wurde die Vakzine zunächst s.c. und anschließend i.z. verabreicht. Die
nächste Boosterung fand innerhalb der ersten 14 Tage nach der Lammung statt und
wurde ausschließlich s.c. durchgeführt. Hier erfolgte auch die erste Impfung der
Zutreter des Betriebes A (alle s.c.), welche nach 4 bis 6 Wochen erneut geimpft
wurden. Die Zutreter des Betriebes B wurden nicht geimpft.
Für die subkutane Impfung wurden sterile Einmalspritzen (Fa. Transamed Inform
GmbH, Berlin) und Fine-Ject Einmalkanülen (∅ 1,1 mm, Länge 25 mm, Fa. Henke
Sass Wolf, Tuttlingen) benutzt. Je Tier wurden 5 ml der stallspezifischen Vakzine im
Bereich der seitlichen Brustwand appliziert.
Die intrazisternale Applikation fand direkt im Anschluss an das Melken der Tiere statt
und wurde mit behandschuhten (nobaglove Latex, Fa. NoBa Verbandmittel Danz
GmbH
&
Co.
KG,
Wetter)
Händen
durchgeführt.
Hierbei
wurde
mit
Venenverweilkanülen (Vygonüle T, ∅ 1,1 mm, Länge 33 mm, Fa. Vygon GmbH &
Co. KG, Aachen) gearbeitet, aus denen der metallische Mandrin entfernt worden
war. Diese wurden, nach vorherigem, gründlichem Desinfizieren der Zitzenkuppe mit
in
70%igem
Alkohol
getränktem
Zellstoff,
vorsichtig
und
unter
leichten
Drehbewegungen in den Zitzenkanal vorgeschoben (siehe Abbildung 3.1). Je
Euterhälfte wurden 2,5 ml der stallspezifischen Vakzine mit einer frischen Vygonüle
appliziert.
Bei den im Anschluss an die Impfung stattfindenden Melkzeiten wurden alle
geimpften Tiere normal gemolken, allerdings wurde die Milch sicherheitshalber
zunächst entsorgt.
62
Material und Methoden
Abbildung 3.1: Intrazisternale Applikation der Vakzine
3.3.2 Milchproben
Zur labordiagnostischen Untersuchung (s.u.) wurden allen geimpften Tieren zu
folgenden Zeitpunkten Milchproben entnommen:
•
bei Erstimpfung
•
14 Tage nach der Erstimpfung
•
bei Zweitimpfung
•
14 Tage nach der Zweitimpfung
•
ca. 6 Wochen nach der Zweitimpfung
•
ca. 14 Wochen nach der Zweitimpfung
•
vor dem Trockenstellen (nur in Betrieb A)
•
bei Boosterung nach der Lammung
•
4 Wochen nach Boosterung
63
Material und Methoden
Die Milchprobenentnahme wurde in Anlehnung an die Leitlinien zur Entnahme von
Milchproben unter antiseptischen Bedingungen (DVG 2000) durchgeführt. Die
Probennahme erfolgte zur normalen Melkzeit als Hälftenanfangsgemelk. Nachdem
die ersten drei Milchstrahlen aus jeder Zitze verworfen worden waren, wurden die
Zitzenkuppen mit in 70%igem Alkohol getränktem Zellstoff desinfiziert. Bei der
Probennahme wurden Handschuhe (s.o.) getragen und es wurden sterile
Probenröhrchen aus Polystyrol (Röhre 13 ml, 95 x 16,8 mm, Sarstedt
Aktiengesellschaft & Co., Nümbrecht) verwendet. Die Proben wurden anschließend
umgehend und bis zur Bearbeitung im Labor gekühlt (4°C) transportiert und gelagert.
Nach der Entnahme der Milch für die bakteriologische und zytologische
Untersuchung und ggf. für den California Mastitis Test (CMT), soweit dieser noch
nicht am Tier durchgeführt worden war (siehe Kapitel 3.5.2.2), wurden die Proben bis
zur Durchführung der weiteren Untersuchungen bei -21°C eingefroren.
1.Impfung
Probe
Lammung
Booster-Impfung
1.Impfung Zutreter
Probe
2.Impfung
Probe
Probe
Probe
Probe
Probe
Probe
Trockenstellen
2.Impfung
Zutreter
Probe
Abbildung 3.2: Zeitleiste für die Impfungen und Probenentnahme
3.4 Impfstoff
Die stallspezifischen Vakzinen wurden von Mitarbeitern der Fa. WDT, Garbsen im
Serumwerk Memsen, Hoyerhagen hergestellt. Sie enthielten eine Suspension
inaktivierter S. aureus, die aus Milchproben von Tieren der jeweiligen Betriebe isoliert
worden waren. Für die Herstellung der Impfstoffe wurden die aus der Milchprobe
einer Ziege des Betriebes A isolierten S. aureus, bzw. die aus fünf verschiedenen
64
Material und Methoden
Milchproben von Ziegen und Schafen sowie Kühen des Betriebes B isolierten
S. aureus verwendet.
3.5 Analytische Methoden
3.5.1 Bakteriologische Untersuchungen
3.5.1.1 Kulturelle Untersuchung
Die kulturelle Untersuchung erfolgte aus den Milchproben der Beprobungszeitpunkte
1 bis 5 sowie 8 (Betrieb B) bzw. 9 (Betrieb A) und wurde von Mitarbeitern des
Instituts für Lebensmittelqualität und –sicherheit der Stiftung Tierärztliche Hochschule
Hannover durchgeführt. Hierbei wurden 10 µl der jeweiligen Milchprobe mittels
Einmalösen auf Äskulinblutagar (Fa. Oxoid, Wesel) ausgestrichen. Zur Anreicherung
wurde zusätzlich eine Nährbouillon mit 10 µl Milch beimpft und für 24 Stunden bei
37°C bebrütet. Anschließend wurden 10 µl der bebrüt eten Bouillon wiederum auf
Äskulinblutagar ausgestrichen und erneut für 24 Stunden bei 37 °C bis zur
Auswertung bebrütet. Die Äskulinblutagarplatte ohne Anreicherung wurde nach 24und nach 48-stündiger Bebrütung im Wärmeschrank bei 37°C ausgewertet und die
Bakterienkulturen
anhand
von
Koloniemorphologie,
Hämolyseverhalten
und
Äskulinspaltung soweit möglich differenziert. Zur Erstellung von Reinkulturen wurden
bei Verdacht auf das gleichzeitige Vorliegen unterschiedlicher Bakterienspezies
Subkulturen einzelner Kolonien angelegt. Bei Verdacht auf S. aureus aufgrund von
Hämolyseverhalten und/oder Koloniemorphologie wurden ein Staphylasetest (Fa.
Oxoid, Wesel), die Überprüfung der Koagulasereaktion (Fa. Becton Dickinson,
Franklin Lakes, New Jersey, USA) sowie im Zweifelsfall ein Test auf Hyaluronidase
mit Hilfe einer mit Streptococcus equi beimpften Blutplatte durchgeführt. Als
S. aureus abschließend klassifiziert wurden hämolysierende Staphylokokken, die
Clumping-Faktor-, Koagulase- und Hyaluronidase-positiv waren.
65
Material und Methoden
3.5.1.2 Resistenztests
Die Resistenztests wurden mit aus den Milchproben isolierten Staphylokokken
(S. aureus und CNS) ebenfalls im Institut für Lebensmittelqualität und –sicherheit der
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover durchgeführt.
Für diese wurden Micronaut-S® Mikrotitrationsplatten (Fa. Genzyme Virotech GmbH,
Rüsselsheim) zur Empfindlichkeitsprüfung von Bakterien verwendet. Die Methode
beruht auf der Rehydratisierung von Antibiotika durch Zugabe einer standardisierten
Bakteriensuspension. Eine Öse Koloniematerial wurde in 11 ml Mueller Hinton II
Bouillon überführt und nach gründlichem Mischen die Micronaut-S®-Platte mit dieser
Suspension beimpft. Die Auswertung erfolgte nach einer 24-stündigen Bebrütung bei
37°C.
3.5.1.3 S. aureus-spezifische PCR
Mittels
der
S. aureus-spezifischen
PCR
wurden
die
Milchproben
der
Beprobungszeitpunkte 6 und 7 (Betrieb B) bzw. 6 bis 8 (Betrieb A) sowie 126
Milchproben, die zusätzlich der kulturellen Untersuchung unterzogen worden waren,
untersucht.
3.5.1.3.1 DNA-Isolierung
Die DNA-Extraktion erfolgte mittels eines MasterPure™ DNA Purification Kits
(Epicentre® Biotechnologies, Madison, WI, USA) gemäß des nachstehenden
Protokolls in einem für diesen Zweck eingerichteten Raum. Bei der Durchführung
wurden nicht sterile Einmalhandschuhe (rotiprotect-Latex, Fa. Carl Roth GmbH & Co.
KG, Karlsruhe) verwendet, die vorher mit 70%igem Alkohol desinfiziert wurden. Auch
wurden alle für die Extraktion notwendigen Gefäße vor der Benutzung autoklaviert.
Folgende Reagenzien entstammen dem o.g. Kit :
Proteinase K (50µg/µl)
2x T&C Lysis Solution
MPC Protein Precipitation Reagent
TE-Puffer
66
Material und Methoden
Protokoll:
1. Lyse der Milch
•
eingefrorene Milchproben auftauen
•
pro Probe je 2 µl Proteinase K (50 µg/µl) und 300 µl 2x T&C Lysis Solution in
ein 1,5 ml Tube ( Safe-Lock Tubes, PCR clean, Fa. Eppendorf AG, Hamburg)
geben
•
je 300 µl der Milch in das Tube aus dem vorherigen Schritt überführen und
gründlich mischen (Vortex Genie 2, Model G – 560 E, Fa. Scientific Industries
Inc., Bohemia, New York, USA)
•
Inkubation bei 65°C im Wasserbad (Gesellschaft für Labortechnik mbH,
Burgwedel) für 15 min
•
Proben für 3 bis 5 Minuten auf Eis stellen
2. DNA-Extraktion
•
je 300 µl MPC Protein Precipitation Reagent zu der lysierten Milch hinzugeben
und kräftig mischen (10 s)
•
Proben 5 min bei 13.000 g zentrifugieren (Biofuge pico, Heraeus, Fa. Kendro
Laboratory Products, Osterode)
•
Überstand in ein 2 ml Tube (Mµlti®-Reaktionsgefäß 2 ml, Fa. Carl Roth GmbH
& Co. KG, Karlsruhe) überführen, Pellet verwerfen
•
je 900 µl Isopropanol (2-Propanol Rotipuran®, 2,5 L, Fa. Carl Roth GmbH &
Co. KG, Karlsruhe) zum Überstand hinzugeben und 30 bis 40 mal vorsichtig
schwenken
•
Proben 5 min bei 13.000 g zentrifugieren, Überstand verwerfen
•
Pellets mit 500 µl 75%igem Ethanol (hergestellt aus Ethanol Rotipuran®, 2,5
L, Fa. Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe und Aqua bidest, doppelt
autoklaviert) waschen
•
Proben 5 min bei 13.000 g zentrifugieren, Überstand verwerfen
•
Pellets mit 250 µl 75%igem Ethanol (s.o.) waschen
•
Proben 5 min bei 13.000 g zentrifugieren, Überstand verwerfen
•
Pellet trocknen lassen (ca. 30 Minuten)
67
Material und Methoden
•
Pellet in 70 µl TE-Puffer resuspendieren
3.5.1.3.2 Photometrische Messung des DNA-Gehaltes
Zur photometrischen Messung des DNA-Gehaltes wurde zunächst eine 1:20
Verdünnung des Produktes der DNA-Extraktion hergestellt, d.h. 30 µl dieses
Produktes wurden mit 570 µl Aqua bidest, doppelt autoklaviert (eigene Herstellung)
verdünnt. Der Leerwert wurde mittels 570 µl Aqua bidest, doppelt autoklaviert und 30
µl des oben genannten TE-Puffers ermittelt. Die Proben wurden in Quarzküvetten
überführt und bei 260 nm im Photometer (Spectrophotometer UVIKON XL, Biotek
Instruments, Neufahm) ihre Extinktion ermittelt. Anschließend wurde der Leerwert
vom gemessenen Wert für die Probe subtrahiert und das Ergebnis mit 100
multipliziert. Der so errechnete Wert entspricht dem Gehalt an DNA in ng/µl Probe.
(Gemessene Extinktion – Leerwert) x 100 = DNA-Gehalt in ng/µl
3.5.1.3.3 Replikation der DNA mittels PCR
Als Detektionssystem für S. aureus wurden Primer verwendet, deren Sequenzen im
Bereich des 16 s rRNA (ribosomale Ribonukleinsäure) Genabschnitts des Koagulase
(Coa)-Gens erstellt worden waren (Fa. Bio & Sell, Nürnberg).
Die PCR wurde in einem Gesamtvolumen von 25 µl pro Probe angesetzt. Der
Mastermix
wurde
in
einem
abgetrennten
Raum
unter
einer
Hera-Safe
Sicherheitswerkbank (Typ HS 12, Heraeus, Fa. Kendro Laboratory Products, Hanau)
aus folgenden Bestandteilen (je Probe) angemischt:
•
7,88 µl Wasser für die Molekularbiologie (DEPC-behandelt, Fa. Carl Roth
GmbH & Co. KG, Karlsruhe)
•
2,5 µl 10xPuffer 15 mMol MgCl2 (Fa. Qiagen GmbH, Hilden)
•
0,5 µl dNTP-Mix 10mM (Fa. Finnzymes Oy, Espo, Finnland)
•
2 µl Primer Staph V 0,5 µM (Fa. Bio & Sell, Nürnberg)
•
2 µl Primer Staph R 0,5 µM (Fa. Bio & Sell, Nürnberg)
•
0,125 µl HotStarTaq® DNA-Polymerase 5 units/µl (Fa. Qiagen GmbH, Hilden)
68
Material und Methoden
Das Gesamtvolumen der PCR-Ansätze setzte sich wie folgt zusammen:
25µl gesamt = 15 µl Mastermix + (x Wasser + y DNA)
Das Produkt der DNA-Extraktion wurde in einem gesonderten Raum (Cycler-Raum)
hinzu gegeben. Das Volumen richtete sich hierbei nach der DNA-Konzentration, die
zuvor photometrisch bestimmt worden war (s.o.). Ziel war es, mindestens 200 ng
DNA pro Probe einzusetzen. Lag die DNA-Konzentration der Proben deutlich über
250 ng/µl, wurden diese mit Wasser für die Molekularbiologie (s.o.) verdünnt.
Zuvor waren unter der Sicherheitswerkbank zwischen 1 und 10 µl Wasser für die
Molekularbiologie (gemäß der o.g. Formel) in jeweils ein 0,2 ml Tube (PCR-Gefäße
farblos, Fa. Brand GmbH & Co. KG, Wertheim) überführt worden und anschließend
je 15 µl des Mastermixes hinzu gegeben worden.
Es wurden stets eine Positiv- und eine Negativkontrolle sowie zwei Wasserkontrollen
(eine wurde unter der Sicherheitswerkbank, eine erst im Cycler-Raum geschlossen)
mitgeführt, um Kontaminationen oder Verschleppung von DNA bzw. Störungen im
Ablauf der PCR erkennen zu können.
Um derartige Kontaminationen mit Fremd-DNA und auch Nukleasen zu verhindern,
wurden die Sicherheitswerkbank und die Arbeitsfläche im Cycler-Raum in
regelmäßigen Abständen für 30 Minuten mit UV-Licht bestrahlt.
Die PCR wurde mittels eines Eppendorf Mastercyclers (Fa. Eppendorf AG, Hamburg)
mit folgendem Programm durchgeführt:
1. 15 min bei 95°C (Denaturierung)
2. 35 Zyklen bestehend aus folgenden 3 Schritten:
•
1 min bei 94°C (Denaturierung)
•
30 s bei 57°C (Primerhybridisierung, sog. „Anneali ng“)
•
1 min bei 72°C (Elongation)
3. 10 min bei 72°C (Elongation)
Nach Beendigung dieses Programms wurden die Proben bis zur Entnahme aus dem
Mastercycler in diesem auf 4°C heruntergekühlt.
69
Material und Methoden
3.5.1.3.4 Agarose-Gelelektrophorese
Zur Darstellung der DNA-Banden wurden Horizontalgele mit einer Konzentration von
2% Agarose verwendet. Zur Herstellung dieser Gele wurden pro Gel 33 g Agarose
(Universal Agarose, Fa. Bio & Sell, Nürnberg) und 165 ml 1xTBE-Puffer vermischt
und im Mikrowellenherd (Sharp, 800 Watt) mehrfach bis zum Kochen erhitzt. Der o.g.
TBE-Puffer war zuvor in zehnfach konzentrierter Form aus 108 g TRIS Pufferan®,
55 g Borsäure, 9,3 g EDTA Dinatriumsalz Dihydrat (alle Fa. Carl Roth GmbH & Co.
KG, Karlsruhe) sowie Aqua bidest (eigene Herstellung) ad 1000 g hergestellt und
anschließend steril filtriert (Steritop™, 0,22 µm, Millipore Corporation, Bedford,
Massachusetts, USA) worden. Nach dem Kochen wurde das Agarose-TBE-PufferGemisch bis auf ca. 60°C abgekühlt und es wurden 16 ,5 µl GelStar® Nucleic Acid
Gel Stain (Fa. Lonza Rockland, ME, USA) unter Verwendung von Nitril-Handschuhen
(Nobaglove-Nitril, Fa. NoBa Verbandmittel Danz GmbH & Co. KG, Wetter) hinzu
gegeben. Anschließend wurde das Gemisch in Kammern (Comphor Midi, Fa. Biozym
Scientific GmbH, Hessisch Oldendorf) gegossen, wo es abkühlte und polymerisierte.
Sobald das Gel fest geworden war, wurde es mit 1xTBE-Puffer (s.o.) vollständig
beschichtet.
Nachdem zu jeder der Proben aus der PCR 3 µl verdünnter Farbmarker (eigene
Herstellung; für 6 ml Farbmarker 3 ml 0,1%ige Bromphenolblau-Stammlösung, 2 ml
Glycerin und 1 ml TE-Puffer) hinzu gegeben und vermischt worden waren, wurden je
20 µl in eine Tasche des Gels pipettiert (Pipette Precision®, Fa. Biozym Scientific
GmbH, Hessisch Oldendorf; Pipettenspitzen ep Dualfilter T.I.P.S., Fa. Eppendorf AG,
Hamburg). Zusätzlich wurde auf jedes Gel auch 100Bp DNA-Leiter equalized (Fa.
Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe) aufgetragen. Nach dem Auftragen wurde an
das Gel für 60 min eine Spannung von 100 V angelegt (Biometra® Standard Power
Pack, biomedizinische Analytik GmbH, Göttingen).
3.5.1.3.5 Auswertung der Gele
Das DNA-Fragment wurde nach Anregung mit einem Blaulichttransilluminator (Flu-oblu, Fa. Biozym Scientific GmbH, Hessisch Oldendorf) als fluoreszierende Bande auf
dem Gel sichtbar. Diese Banden wurden mit Hilfe einer Digitalkamera und des
70
Material und Methoden
Programms Gel-Pro Analyzer (Media Cybernetics®, Bethesda, Maryland, USA)
dokumentiert. Sie traten stets einzeln und in gleicher Länge auf, jedoch waren sie
durch variierende Signalstärken nicht immer mit der Kamera darstellbar.
Ausgewertet wurden nur solche Gele, bei denen die Positivkontrolle eine deutliche
Bande zeigte und die Negativ- sowie die Wasserkontrollen eindeutig als negativ zu
beurteilen waren. Proben, deren Banden derjenigen der Positivkontrolle entsprachen
wurden als positiv beurteilt, alle anderen hingegen als negativ.
3.5.1.4 Typisierung einiger S. aureus-Isolate mittels DNA-Microarray
Die Typisierung der jeweils für die Vakzinen verwendeten sowie einiger weiterer
(nach der Vakzination identifizierter) S. aureus-Isolate aus den Betrieben wurde im
Institut für Mikrobiologie und Hygiene der Medizinischen Fakultät Carl Gustav Carus
der TU Dresden und in Zusammenarbeit mit dem Friedrich-Löffler-Institut (FLI) in
Jena durchgeführt. Zur Anwendung kam der von MONECKE et al. (2007)
beschriebene Microarray.
3.5.2 Zytologische Untersuchungen
3.5.2.1 Bestimmung des Zellgehalts
Die Bestimmung des Gehaltes der Milch an somatischen Zellen erfolgte aus den
Milchproben der ersten vier (Betrieb A) bzw. drei (Betrieb B) Beprobungszeitpunkte
im Institut für Lebensmittelqualität und –sicherheit der Stiftung Tierärztliche
Hochschule Hannover mittels eines DeLaval Cell Counters™ (DCC; Fa. DeLaval
GmbH, Glinde). Dieses Gerät arbeitet mit einem fluoreszenz-optisch-elektronischen
Verfahren. Die DNA der in der Milch befindlichen Zellen wird mit dem
Fluoreszenzfarbstoff Propidiumiodid angefärbt und anschließend mit Licht definierter
Wellenlänge bestrahlt. Aus der Fluoreszenz der DNA ergeben sich Lichtpunkte,
welche durch das Gerät gezählt werden.
71
Material und Methoden
3.5.2.2 Semiquantitative Bestimmung des Zellgehalts mittels California
Mastitis Test (CMT)
Der
CMT
wurde
Beprobungszeitpunkt
ab
dem
fünften
durchgeführt.
(Betrieb
Es
A)
wurden
bzw.
in
vierten
etwa
(Betrieb
1,5 ml
B)
des
Hälftenanfangsgemelkes entweder im Rahmen der Milchprobenentnahme direkt in
zwei der vier Felder der CMT-Schale (Fa. Bayer HealthCare, Leverkusen) gemolken,
oder aber später im Labor aus den Milchprobenröhrchen, nachdem diese gründlich
geschüttelt worden waren, in die Schale gegeben. Danach wurde ca. das gleiche
Volumen CMT-Reagenz (Fa. WDT, Garbsen) hinzu gegeben, die Schale mehrfach
gut geschwenkt und anschließend die Hälfte des Gemisches verworfen. Nun wurde
unter mehrmaligem Schräghalten der Schale gemäß der unten abgebildeten Skala
(Tabelle 3.1) die Schlierenbildung des Gemisches beurteilt.
Tabelle 3.1: Beurteilung des CMT
CMT-Score
Art der Reaktion
0
keine Reaktion
0,5
fragliche Reaktion
1
ggr. Schlierenbildung
1,5
mgr. Schlierenbildung
2
hgr. Schlierenbildung
2,5
beginnende Gallerte
3
Gallerte
3.6 Statistische Auswertung
Die statistische Auswertung erfolgte mittels Microsoft Office Excel 2003 (Fa.
Microsoft GmbH, Unterschleißheim) und SAS Version 9.1 2006 (Fa. SAS Institute
Inc., Cary, NC, USA). P-Werte <0,05 wurden als signifikant erachtet.
72
Material und Methoden
3.6.1 Häufigkeiten (Chi-Quadrat-Homogenitätstest und McNemar-Test)
Als S. aureus-negativ wurden Milchproben eingestuft, aus denen keine oder aber
andere Erreger als S. aureus isoliert werden konnten. S. aureus-positive Proben
konnten neben S. aureus auch weitere Erreger enthalten.
Der statistische Vergleich der Anzahl S. aureus-positiver und –negativer Tiere und
Euterhälften innerhalb eines Betriebes zu den verschiedenen Zeitpunkten erfolgte
mittels des McNemar-Tests, da es sich um verbundene Stichproben handelte.
Hingegen wurden Impfgruppen- und Tierartvergleiche zu jeweils einem Zeitpunkt
mittels
des
Chi-Quadrat-Homogenitätstests
oder
Fischer’s
exact
test
für
unverbundene Stichproben durchgeführt.
Auch die Vergleichbarkeit von kultureller Untersuchung und PCR wurde mit dem
McNemar-Test und dem Kappa-Index untersucht.
3.6.2 Gehalte an somatischen Zellen und CMT-Werte (Wilcoxon’s two
sample test und Wilcoxon’s signed rank test)
Die Gehalte an somatischen Zellen und CMT-Werte wurden zunächst mittels des
Kolmogorov-Smirnov und des Shapiro-Wilk Tests auf Normalverteilung untersucht.
Da auch durch Logarithmierung keine Normalverteilung erreicht werden konnte,
wurden diese Daten mit Median, 75%- und 25%-Quantil sowie Minimum und
Maximum angegeben und graphisch als Boxplots dargestellt. Der statistische
Vergleich der Gehalte an somatischen Zellen und CMT-Werte innerhalb eines
Betriebes zu den verschiedenen Zeitpunkten erfolgte mittels Wilcoxon’s signed rank
test für verbundene Stichproben. Impfgruppen- und Tierartvergleiche sowie
Vergleiche in Abhängigkeit
Wilcoxon’s
two
sample
vom S. aureus-Nachweis wurden hingegen mit
test
für
unverbundene
73
Stichproben
durchgeführt.
Ergebnisse
4 Ergebnisse
In der vorliegenden Arbeit sollte untersucht werden, ob stallspezifische Vakzinen
einen entscheidenden Beitrag zur Sanierung von Schaf- und Ziegenherden mit
bestehender S. aureus-Mastitis-Problematik leisten können. Hierzu war es zunächst
angezeigt, in einem Vorversuch die Verträglichkeit des Impfstoffes bei intrazisternaler
Applikation zu überprüfen. Die intrazisternale Vakzination sollte bei jeweils 20 bis
25% der Tiere eines Bestandes durchgeführt werden, während die übrigen Tiere
subkutan geimpft werden sollten. Dies sollte Aufschluss darüber geben, ob
verschiedene Applikationswege zu unterschiedlichen Ergebnissen im Hinblick auf die
Eutergesundheit führen. Des Weiteren wurde im Rahmen des Sanierungskonzeptes
der
Versuch
unternommen,
diagnostischen
verbessern.
Möglichkeiten
Außerdem
Charakterisierung
einiger
mittels
einer
gegenüber
erfolgte
eine
S. aureus-spezifischen
der
kulturellen
weitergehende
S. aureus-Isolate
sowie
eine
PCR
die
Untersuchung
zu
molekularbiologische
Untersuchung
zu
vorliegenden Resistenzen gegenüber Antibiotika.
4.1 Vorversuch
Der Vorversuch wurde an zwei Ziegen (Nr. 75 und 76) durchgeführt, die zu diesem
Zweck in der Klinik für kleine Klauentiere aufgestallt wurden.
Die intrazisternale Applikation der stallspezifischen Vakzine führte zu einem
deutlichen Anstieg der Körperinnentemperatur insbesondere bei Ziege 75, die im
Gegensatz zur Ziege 76 mit der makroskopisch unauffälligen Milch der rechten
Euterhälfte vor der Vakzination stets S. aureus ausgeschieden hatte. Allerdings
normalisierten sich die Temperaturen schnell, so dass bereits 20 Stunden nach der
Applikation Werte gemessen werden konnten, die unter denen der Ausgangswerte
lagen. Ansonsten zeigten beide Tiere nach der Vakzination ein ungestörtes
Allgemeinbefinden sowie erhaltene Fresslust. Die Milch beider Tiere war nach der
Vakzination stets als makroskopisch unauffällig zu bezeichnen. Der somatische
Zellgehalt stieg nach der Applikation des Impfstoffes vorübergehend deutlich an.
74
Ergebnisse
Die zweite intrazisternale Impfung führte zu einem geringeren Anstieg der
Körperinnentemperatur
als
die
Erstimpfung
bei
wiederum
ungestörtem
Allgemeinbefinden und makroskopisch unauffälliger Milch.
Während des gesamten Untersuchungszeitraumes wurde zu keinem Zeitpunkt
S. aureus in der Milch einer der Euterhälften von Ziege 76 oder der linken Euterhälfte
von Ziege 75 nachgewiesen. Aus der Milch der rechten Euterhälfte von Ziege 75
konnte S. aureus allerdings auch nach der Impfung weiterhin kulturell isoliert werden.
Die Impfung in der Hochträchtigkeit wurde bei Ziege 75 vierzehn und bei Ziege 76
fünfzehn Tage a.p. durchgeführt. Die subkutane Verabreichung des Impfstoffes
führte zu keinerlei Schwellung an der Applikationsstelle, die Tiere zeigten
ungestörtes Allgemeinbefinden ohne einen Anstieg der Körperinnentemperatur.
Beide Ziegen brachten drei bzw. zwei gesunde Lämmer zur Welt.
4.2 Ergebnisse bakteriologischer Untersuchungen
4.2.1 Vergleichbarkeit von kultureller Untersuchung und PCR
Eine zuverlässige Diagnostik hat stets einen entscheidenden Anteil an dem Erfolg
der Sanierung einer Herde von einem bestimmten Krankheitsbild. In der
vorliegenden Untersuchung war die Identifikation von Tieren, die S. aureus mit der
Milch ausschieden, insofern essentiell, als einerseits Prävalenzentwicklungen im
Zuge
der
Vakzination
möglichst
zuverlässig
dargestellt
und
andererseits
„Dauerausscheider“ von S. aureus bevorzugt der Schlachtung zugeführt werden
sollten. Daher wurde eine S. aureus-spezifische PCR durchgeführt und die
Ergebnisse dieser mit denen der kulturellen Untersuchung zum Erregernachweis
verglichen.
Insgesamt 126 Milchproben wurden sowohl kulturell als auch mittels PCR untersucht.
Die Ergebnisse dieser Untersuchungen sind in Tabelle 4.1 dargestellt. Der
statistische Vergleich der Ergebnisse der kulturellen Untersuchung und der PCR
mittels McNemar-Test ergab eine nicht signifikant verschiedene Reaktion (p=0,3359)
sowie eine mittlere Übereinstimmung beider Tests (Kappa=0,5688).
75
Ergebnisse
Tabelle
4.1:
Vierfeldertafel
zum
Vergleich
der
Ergebnisse
aus
kultureller
Untersuchung und PCR
S. aureus
PCR positiv
PCR negativ
Summe
kulturell positiv
55
16
71
kulturell negativ
11
44
55
Summe
66
60
126
4.2.2 Resistenztests
Zur näheren Charakterisierung der bei Schaf- und Ziegenmastitiden ätiologisch
beteiligten S. aureus-Stämme sowie um Aufschluss über ein mögliches Vorkommen
von MRSA zu geben, wurden aus den Milchproben isolierte S. aureus und auch CNS
Resistenztests unterzogen. Diese ergaben unabhängig vom Betrieb, aus dem die
jeweilige Milchprobe stammte, stets das gleiche Bild: Die Staphylokokken reagierten
auf alle hier getesteten Antibiotika empfindlich, lediglich auf Erythromycin wurde stets
eine intermediäre Reaktion beobachtet. Die verwendeten Antibiotika sowie die
Ergebnisse der Tests sind noch einmal in Tabelle 4.2 zusammengefasst.
76
Ergebnisse
Tabelle 4.2: Ergebnisse der bei den aus Milchproben isolierten Staphylokokken
durchgeführten Resistenztests
Erreger
P
A
Ox
CEZO
Tet
Pirl
E
Gen
CPZ
AmC
CEQ
S.aureus
S
S
S
S
S
S
I
S
S
S
S
CNS
S
S
S
S
S
S
I
S
S
S
S
A=Ampicillin
E = Erythromycin/Spiramycin u. Tylosin
AmC = Amoxicillin/Clavulansäure
Gen = Gentamicin
CEQ = Cefquinom
Ox = Oxacillin/Cloxacillin
CEZO = Cefazolin/Cefalexin
P = Penicillin G
CPZ = Cefoperazon
Pirl = Pirlimycin/Lincomycin
Tet = Tetracyclin/Oxytetracyclin
S = sensibel
R = resistent
I = intermediär
4.2.3 Typisierung einiger S. aureus-Isolate mittels DNA-Microarray
Wie die durchgeführten Resistenztests diente auch die Typisierung der näheren
Charakterisierung der bei Schaf- und Ziegenmastitiden ätiologisch beteiligten
S. aureus-Stämme.
Die überwiegende Mehrheit der zur Typisierung eingeschickten S. aureus-Isolate
konnte als agr_I/ CC133-MSSA [tst1+, entC/L+] identifiziert werden - unabhängig
vom Betrieb, aus dem sie stammten. Sowohl der Impfstamm des Betriebes A als
auch acht weitere S. aureus-Isolate aus Milchproben dieses Betriebes wurden
diesem Stamm zugeordnet. Zusätzlich konnte ein Isolat als ein bei Menschen häufig
vorkommender Stamm, agr_I/ ST7-MSSA [entA-N315+, sak/scn+, blaZ+] identifiziert
werden. Eines der mittels kultureller Untersuchung als S. aureus eingestuften Isolate
konnte im DNA-Microarray nicht als S. aureus bestätigt werden.
Auch im Betrieb B war der oben genannte Stamm agr_I/ CC133-MSSA [tst1+,
entC/L+] Bestandteil der stallspezifischen Vakzine. Von insgesamt fünf für die
Vakzine verwendeten Isolaten stellte er mit dreien den Großteil. Außerdem waren
noch zwei Isolate eines nah verwandten Stammes, agr_I/ CC133-MSSA [tst1+, entA-
77
Ergebnisse
320E+, entC/L+] Bestandteil dieser Vakzine. Zwei weitere getestete Isolate aus
Milchproben von Ziegen des Betriebes B stellten sich ebenfalls als der am häufigsten
isolierte Stamm heraus.
4.3 Effekte der Vakzination in den Betrieben
Im Folgenden werden die Entwicklungen der S. aureus-Prävalenz sowie der
somatischen Zellgehalte getrennt für die Betriebe, in denen die stallspezifische
S. aureus-Vakzine eingesetzt wurde, dargestellt.
Für die Zeitpunktvergleiche der S. aureus-Prävalenz und des Gehaltes an
somatischen Zellen sowie des CMT-Wertes der Milch wurden ausschließlich
durchgängig beprobte Tiere berücksichtigt. Dies waren im Betrieb A 59 Tiere (118
Euterhälften). Von diesen 59 Tieren wurden 48 Tiere (96 Euterhälften) subkutan und
11 Tiere (22 Euterhälften) intrazisternal geimpft. Im Betrieb B wurden insgesamt 39
Tiere (78 Euterhälften), d.h. 21 Ziegen (42 Euterhälften) und 18 Schafe (36
Euterhälften) durchgängig beprobt. Der Impfgruppe s.c. gehörten 14 Schafe und 16
Ziegen, also insgesamt 30 Tiere (60 Euterhälften) an, intrazisternal wurden jeweils 4
Schafe und Ziegen, also insgesamt 8 Tiere (16 Euterhälften) geimpft. Um einen
besseren Überblick über die Situation im gesamten Betrieb zu geben, wurde bei der
graphischen
Darstellung
der
Prävalenzentwicklungen
jeweils
zusätzlich
die
Entwicklung aller, also nicht nur der durchgängig beprobten Tiere im Bestand
berücksichtigt. Zu den Impfgruppenvergleichen, Tierartvergleichen sowie Vergleichen
S. aureus-positiver und –negativer Milchproben wurden stets alle jeweils im Betrieb
vorhandenen Tiere herangezogen. Angaben zu den genauen Tierzahlen in den
Betrieben zum jeweiligen Beprobungszeitpunkt finden sich in Kapitel 9.1.
4.3.1 Betrieb A
4.3.1.1 Impfreaktionen
In Betrieb A kam es in den ersten Tagen nach der ersten Vakzination zu einem
starken Rückgang der Herdenmilchleistung, dessen Gipfel mit ca. -30% am dritten
Tag p. vacc. erreicht wurde. Das Allgemeinbefinden der geimpften Tiere war
insgesamt als ggr. bis mgr. gestört zu bezeichnen, einige wenige Tiere,
78
Ergebnisse
insbesondere in der Gruppe der intrazisternal geimpften Tiere, zeigten eine erhöhte
Körperinnentemperatur bis 40,7°C. Veränderungen am Euter oder Schwellungen an
der Applikationsstelle wurden nicht beobachtet.
Nach der zweiten Vakzination kam es nur zu einem geringen Abfall der
Herdenmilchleistung und ggr. gestörtem Allgemeinbefinden einzelner Tiere. Eine
Ziege, der die Vakzine intrazisternal verabreicht worden war, verendete infolge einer
beidseitigen gangränösen Mastitis. Da keine Sektion durchgeführt wurde, konnte
diese Diagnose allerdings nicht abgesichert werden.
Die Boosterimpfung, die ausschließlich subkutan durchgeführt wurde, rief weder
Störungen
des
Allgemeinbefindens
der
Tiere
noch
einen
merklichen
Milchleistungsrückgang hervor.
4.3.1.2 S. aureus-Prävalenz
4.3.1.2.1 Entwicklung im gesamten Tierbestand
S.aureus-Prävalenz
30%
durchgängig beprobte Tiere
alle Tiere im Bestand
25%
20%
15%
10%
5%
9
un
g)
(L
am
m
7
6
5
4
pf
un
g)
2
8
(2
.Im
3
1
(1
.Im
pf
un
g)
0%
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.1: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in Betrieb A bei Betrachtung
ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Tiere bzw. aller
zum jeweiligen Zeitpunkt im Bestand befindlichen Tiere
79
Ergebnisse
Die S. aureus-Prävalenz in Betrieb A stieg nach der ersten Vakzination zunächst
signifikant an und sank anschließend bis zum Trockenstellen wieder bis auf einige
„Dauerausscheider“, d.h. Tiere, die zu jedem Beprobungszeitpunkt positiv getestet
wurden, ab.
Nach der Lammung bzw. der Boosterimpfung kam es zu einem erneuten
signifikanten Anstieg der S. aureus-Prävalenz.
Tabelle 4.3: Ergebnisse der S. aureus-Prävalenzvergleiche der verschiedenen
Beprobungszeitpunkte im Betrieb A auf Tier- bzw. Euterhälftenbasis (McNemar-Test)
Zeitpunkte
1
2
3
4
5
6
7
8
0,0023
0,0013
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
0,0348
0,0013
0,0008
0,0013
0,0008
0,0013
0,0008
0,0008
0,0005
0,0013
0,0008
0,0045
0,0027
n.s
n.s
k.d.P
k.d.P
k.d.P
k.d.P
n.s.
n.s.
k.d.P
k.d.P
n.s.
n.s.
0,0082
0,0047
k.d.P
k.d.P
n.s.
n.s.
k.d.P
k.d.P
n.s.
n.s.
0,0082
0,0047
n.s.
n.s.
k.d.P.
k.d.P.
n.s.
n.s.
0,0082
0,0047
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
0,0047
0,0027
n.s.
n.s.
0,0082
0,0047
0,0339
0,0196
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7
8 (Lammung)
9
k.d.P. = keine diskordanten Paare, d.h. jedes Tier wies bei beiden zu vergleichenden
Beprobungszeitpunkten den identischen S. aureus-Status auf
n.s.
= nicht signifikant
80
Ergebnisse
4.3.1.2.2 Entwicklung in der Impfgruppe s.c.
35%
durchgängig beprobte Tiere
S.aureus-Prävalenz
30%
alle Tiere im Bestand (s.c.)
25%
20%
15%
10%
5%
9
(L
am
m
un
g)
7
6
5
4
pf
un
g)
2
(2
.I m
8
3
1
(1
.I m
pf
un
g)
0%
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.2: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in der Impfgruppe s.c. des
Betriebes A bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h.
durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe s.c.
angehörenden Tiere
In der Impfgruppe s.c. des Betriebes A zeigte sich eine ähnliche Entwicklung wie bei
Betrachtung des Gesamtbestandes. Nach der ersten Impfung erfolgte ein
signifikanter Anstieg der S. aureus-Tier- (p=0,0023) sowie -Euterhälftenprävalenz
(p=0,0013). Ab dem dritten Beprobungszeitpunkt bis zum Trockenstellen gab es bei
Berücksichtigung nur der durchgängig beprobten Tiere keine positiv getesteten Tiere
mehr, so dass eine statistische Evaluierung nicht möglich war. Bei Betrachtung aller
im Bestand vorhandenen Tiere erfolgte im gleichen Zeitraum eine deutliche
Reduktion auf nur eine Dauerausscheiderin, welche vor Beendigung des Versuchs
der Schlachtung zugeführt wurde.
Nach der Lammung traten auch in der Impfgruppe s.c. erneut S. aureus-positive
Tiere auf. Allerdings war die Tier- (2:8: p=0,0023; 2:9: p=0,0209) und die
81
Ergebnisse
Euterhälftenprävalenz (2:8: p=0,0013; 2:9: p=0,0290) signifikant niedriger als dies
zum Beprobungszeitpunkt 2 der Fall war.
4.3.1.2.3 Entwicklung in der Impfgruppe i.z.
50%
S.aureus-Prävalenz
45%
40%
durchgängig beprobte Tiere
alle Tiere im Bestand (i.z.)
35%
30%
25%
20%
15%
10%
5%
9
un
g)
(L
am
m
7
6
5
4
pf
un
g)
2
8
(2
.Im
3
1
(1
.Im
pf
un
g)
0%
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.3: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in der Impfgruppe i.z. des
Betriebes A bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h.
durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe i.z.
angehörenden Tiere
In der Impfgruppe i.z. bewegte sich die S. aureus-Prävalenz stets auf einem hohen,
relativ konstanten Niveau. Unter Berücksichtigung aller dieser Gruppe zum jeweiligen
Zeitpunkt angehörenden Tiere gab es nach der Impfung Hinweise auf einen Anstieg
der Prävalenz. Der Abfall, der in Abbildung 4.3 für alle Tiere noch vor dem
Trockenstellen zu erkennen ist, wurde unter anderem durch die Schlachtung
einzelner Ausscheiderinnen herbeigeführt.
Auch in der Impfgruppe i.z. konnte nach der Lammung zum Beprobungszeitpunkt 9
ein Anstieg der S. aureus-Prävalenz verzeichnet werden, der auf Tierebene zu einem
signifikanten Unterschied gegenüber Zeitpunkt 6 (6:9: p=0,0455), auf Ebene der
82
Ergebnisse
Euterhälften zu einem solchen zu den Zeitpunkten 3, 4, 5, 7 und 8 (3:9, 4:9, 5:9, 7:9,
8:9: p=0,0455) sowie 6 (6:9: p=0,0253) führte.
4.3.1.2.4 Impfgruppenvergleich
Mit Ausnahme des zweiten Beprobungszeitpunktes lag die S. aureus-Prävalenz in
der Impfgruppe i.z. zu allen Beprobungszeitpunkten über der Prävalenz in der
subkutanen Impfgruppe, wie in Abbildung 4.4 zu sehen ist. Zu den Zeitpunkten 3, 4,
5, 7 und 9 unterschieden sich die Prävalenzen jeweils signifikant (p-Werte siehe
Tabelle 4.4).
Tabelle 4.4: S. aureus-Prävalenzen der Tiere (T) sowie Euterhälften (EH) der
Impfgruppen des Betriebes A und Ergebnisse der Prävalenzvergleiche zwischen den
Impfgruppen (Chi-Quadrat- bzw. Fischer’s exact Test)
Zeitpunkte
S.aureus -Tierprävalenz
p-Wert (T) S.aureus -Euterhälftenprävalenz p-Wert (EH)
Impfgruppe s.c. Impfgruppe i.z.
Impfgruppe s.c. Impfgruppe i.z.
1 (1.Impfung)
3,7%
13,3%
n.s.
6,7%
6,7%
n.s.
2
29,1%
20,0%
n.s.
15,5%
13,3%
n.s.
3 (2.Impfung)
1,8%
26,7%
0,0061
0,9%
16,7%
0,0017
4
1,8%
30,8%
0,0037
1,8%
19,2%
0,0029
5
1,8%
30,8%
0,0037
1,8%
15,4%
0,0124
6
1,8%
16,7%
n.s.
1,8%
8,3%
n.s.
7
1,8%
25,0%
0,0157
1,8%
12,5%
0,04
8 (Lammung)
2,9%
18,2%
n.s.
2,2%
9,1%
n.s.
9
7,5%
45,5%
0,0038
4,5%
27,3%
0,0023
83
50%
45%
40%
35%
30%
25%
20%
15%
10%
5%
0%
9
m
un
g)
7
(L
am
6
5
4
2
8
3
1
(2
.Im
(1
.Im
pf
un
g)
Impfgruppe s.c.
Impfgruppe i.z.
pf
un
g)
S.aureus-Prävalenz
Ergebnisse
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.4: Vergleich der S. aureus-Tierprävalenzen der Impfgruppen s.c. und i.z.
des Betriebes A
signifikanter Unterschied zwischen den Impfgruppen (p < 0,05)
hochsignifikanter Unterschied zwischen den Impfgruppen (p < 0,01)
4.3.1.3 Gehalt an somatischen Zellen
4.3.1.3.1 Entwicklung im gesamten Tierbestand
10000,0
3,5
1000,0
2,5
CM T-Score
Zellzahl x 1000/ml
3,0
100,0
2,0
1,5
1,0
10,0
0,5
0,0
1,0
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
5
4
6
7
8 (Lammung)
9
Beprobungszeitpunkte
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.5: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch im gesamten Tierbestand des Betriebes A
84
Ergebnisse
Bereits nach der ersten Impfung gab es Hinweise auf ein Absinken des somatischen
Zellgehaltes der Milch der Tiere des Betriebes A. Die niedrigsten Werte wurden zum
Beprobungszeitpunkt 3 (Zweitimpfung) ermittelt, dieser unterschied sich signifikant
von den Zeitpunkten 1, 2 und 4 (p-Werte siehe Tabelle 4.5). Bei der 4.
Probenentnahme, d.h. nach der zweiten Vakzination, stieg der Gehalt an
somatischen Zellen wieder signifikant an.
Die CMT-Werte, die ab dem 5. Beprobungszeitpunkt ermittelt wurden, sanken bis
zum Trockenstellen, d.h. Zeitpunkt 7, kontinuierlich und signifikant ab (Tabelle 4.6).
Nach der Lammung (Zeitpunkt 8) wurden die niedrigsten CMT-Werte im Betrieb A
gemessen. Zum Zeitpunkt 9 erfolgte zwar ein deutlicher Anstieg, jedoch lag der hier
ermittelte Wert immer noch signifikant niedriger als die zu den Zeitpunkten 5, 6 und 7
gemessenen.
Tabelle 4.5: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen Zellgehaltes
der Milch aller Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte 1 (1.Impfung)
1 (1.Impfung)
2
n.s.
3 (2.Impfung) < 0,0001
4
n.s.
2
n.s.
3 (2.Impfung)
< 0,0001
0,0008
0,0008
n.s.
4
n.s.
n.s.
0,0245
0,0245
Tabelle 4.6: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch aller
Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte
5
6
7
8 (Lammung)
9
5
0,0194
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
6
0,0194
7
< 0,0001
0,0023
0,0023
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
85
8 (Lammung)
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
9
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
Ergebnisse
4.3.1.3.2 Entwicklung in der Impfgruppe s.c.
10000,0
3,5
2,5
CM T-Score
Zellzahl x 1000/ml
3,0
1000,0
100,0
2,0
1,5
1,0
10,0
0,5
1,0
0,0
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
Beprobungszeitpunkte
6
7
8 (Lammung)
9
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.6: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch in der Impfgruppe s.c. des Betriebes A
Die Entwicklung des Gehaltes an somatischen Zellen in der Impfgruppe s.c. des
Betriebes A spiegelt den Verlauf im Gesamtbestand wider. Auch hier war zunächst
ein Absinken des Zellgehalts bis zum Beprobungszeitpunkt 3 zu beobachten, gefolgt
von einem erneuten Anstieg der Werte zum Beprobungszeitpunkt 4. Der zu diesem
Zeitpunkt ermittelte Wert lag aber immer noch signifikant unter dem bei der
Erstimpfung gemessenen. Der zum Zeitpunkt 3 gemessene Zellgehalt war wiederum
gegenüber den Zeitpunkten 1, 2 und 4 signifikant erniedrigt. Die signifikanten pWerte sind in Tabelle 4.7 dargestellt.
Die CMT-Werte sanken auch hier zunächst bis zum Trockenstellen ab und erreichten
den niedrigsten Wert bei der ersten Beprobung nach der Lammung, um
anschließend wieder anzusteigen; allerdings auf ein Niveau, das deutlich unter den
vor der Lammung ermittelten Werten lag. Die Werte der Zeitpunkte unterschieden
sich jeweils signifikant voneinander, wie in Tabelle 4.8 zu sehen ist.
86
Ergebnisse
Tabelle 4.7: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen Zellgehaltes
der Milch der subkutan geimpften Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte 1 (1.Impfung)
1 (1.Impfung)
2
n.s.
3 (2.Impfung) < 0,0001
4
0,0015
2
n.s.
3 (2.Impfung)
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
n.s.
4
0,0015
n.s.
< 0,0001
< 0,0001
Tabelle 4.8: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch der
subkutan geimpften Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte
5
6
7
8 (Lammung)
9
5
0,0213
0,0001
< 0,0001
< 0,0001
6
0,0213
7
0,0001
0,0082
0,0082
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
8 (Lammung)
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
9
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
4.3.1.3.3 Entwicklung in der Impfgruppe i.z.
10000,0
3,5
2,5
CM T-Score
Zellzahl x 1000/ml
3,0
1000,0
100,0
2,0
1,5
1,0
10,0
0,5
1,0
0,0
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
Beprobungszeitpunkte
6
7
8 (Lammung)
9
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.7: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch in der Impfgruppe i.z. des Betriebes A
Der Milchzellgehalt der intrazisternal geimpften Tiere des Betriebes A erreichte am
dritten Beprobungszeitpunkt den höchsten Wert. Dieser unterschied sich von den für
die Zeitpunkte 1, 2 und 4 ermittelten Werten jeweils signifikant (Tabelle 4.9).
Dementsprechend folgte zum Zeitpunkt 4 eine erneute Reduktion des Zellgehaltes.
87
Ergebnisse
Bei den CMT-Werten gab es bis zum Trockenstellen lediglich Hinweise auf
Absenkung. Nach der Lammung wurde der niedrigste Wert ermittelt, der sich von
den Werten der anderen Beprobungszeitpunkte jeweils signifikant unterschied. Der
zum Beprobungszeitpunkt 9 ermittelte Wert lag wiederum deutlich höher, allerdings
noch signifikant niedriger als zum Zeitpunkt 5 (p-Werte siehe Tabelle 4.10).
Tabelle 4.9: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen Zellgehaltes
der Milch der intrazisternal geimpften Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank
test)
Zeitpunkte 1 (1.Impfung)
1 (1.Impfung)
2
n.s.
3 (2.Impfung)
0,0074
4
n.s.
2
n.s.
3 (2.Impfung)
0,0074
0,0405
0,0405
n.s.
4
n.s.
n.s.
0,0467
0,0467
Tabelle 4.10: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch der
intrazisternal geimpften Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte
5
6
7
8 (Lammung)
9
5
n.s.
n.s.
< 0,0001
0,0461
6
n.s.
7
n.s.
n.s.
n.s.
0,0002
n.s.
0,0006
n.s.
88
8 (Lammung)
< 0,0001
0,0002
0,0006
0,0023
9
0,0461
n.s.
n.s.
0,0023
Ergebnisse
4.3.1.3.4 Impfgruppenvergleich
10000,0
Zellzahl x 1000/ml
Zellzahl x 1000/ml
10000,0
1000,0
100,0
1000,0
100,0
10,0
10,0
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
Beprobungszeitpunkte
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.8: Vergleich der somatischen Zellgehalte in der Milch der subkutan
3,5
3,5
3,0
3,0
2,5
2,5
CM T-Score
CM T-Score
(links) und intrazisternal (rechts) geimpften Tiere des Betriebes A
2,0
1,5
2,0
1,5
1,0
1,0
0,5
0,5
0,0
0,0
5
6
7
8 (Lammung)
9
5
Beprobungszeitpunkte
6
7
8 (Lammung)
9
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.9: Vergleich der CMT-Werte der Milch der subkutan (links) und
intrazisternal (rechts) geimpften Tiere des Betriebes A
hochsignifikanter Unterschied zwischen den Impfgruppen (p < 0,01)
Vergleicht man die Entwicklungen des somatischen Zellgehaltes in den beiden
Impfgruppen, so zeigt sich während der ersten 3 Beprobungszeitpunkte eine nahezu
gegenläufige Entwicklung (Abbildung 4.8). Sanken die Werte in der Impfgruppe s.c.
bis zum Zeitpunkt 3 ab, so stiegen sie in der Impfgruppe i.z. an. Am
Beprobungszeitpunkt 3 unterschieden sich die Werte beider Gruppen signifikant
voneinander (p < 0,0001).
89
Ergebnisse
Die Entwicklung der CMT-Werte verlief in beiden Gruppen eher parallel. Ein
signifikanter Unterschied ergab sich nur zum Zeitpunkt 9, zu dem die Ergebnisse der
intrazisternal geimpften Tiere mit einem p-Wert von 0,0038 deutlich über denen der
subkutan geimpften lagen.
4.3.1.3.5 Vergleich S. aureus-positiver und -negativer Milchproben
Aufgrund der Tatsache, dass es sich bei den S. aureus-positiven und -negativen
Tieren nicht stets um dieselben Tiere handelte, war eine statistische Auswertung der
Entwicklung des somatischen Zellgehaltes in diesen „Gruppen“ nicht möglich.
Beim Vergleich der Zellgehalte der Milch S. aureus-positiver und –negativer
Milchproben des Betriebes A fällt auf, dass die Werte für die positiven Proben mit
Ausnahme des Zeitpunktes 5 stets über den Werten der negativen Proben liegen. Zu
den Beprobungszeitpunkten 2, 3, 4, 6 und 9 war dieser Unterschied signifikant (pWerte siehe Tabelle 4.11). Die Entwicklung des somatischen Zellgehalts bei den
S. aureus-negativen Tieren spiegelt den Verlauf im Gesamtbestand wider, während
die somatischen Zellgehalte der S. aureus-positiven Milchproben nach der ersten
Vakzination zunächst relativ konstant blieben und erst bei der Probenentnahme nach
der zweiten Vakzination (Zeitpunkt 4) deutlich anstiegen.
Die CMT-Werte in S. aureus-negativen Proben sanken zum Trockenstellen
geringfügig ab, während alle S. aureus-positiven Milchproben zu den Zeitpunkten 5,
6 und 7 einen CMT-Wert von 3,0 aufwiesen. Nach der Lammung sanken die Werte in
beiden Gruppen zunächst ab, um bei der zweiten Beprobung nach der Lammung
(Zeitpunkt 9) wieder anzusteigen und im Falle der S. aureus-positiven Milchproben
schon wieder fast identische Werte zu erreichen wie vor der Lammung.
90
Ergebnisse
10000
Zellzahl x 1000/ml
Zellzahl x 1000/ml
10000
1000
100
1000
100
10
10
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
1 (1.Impfung)
2
Beprobungszeitpunkte
3 (2.Impfung)
4
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.10: Vergleich der somatischen Zellgehalte S. aureus-negativer (links)
3,5
3,5
3,0
3,0
2,5
2,5
C M T -Sc o re
CM T-Score
und -positiver (rechts) Milchproben des Betriebes A
2,0
1,5
2,0
1,5
1,0
1,0
0,5
0,5
0,0
0,0
5
6
7
8 (Lammung)
5
9
6
7
8 (Lammung)
9
Beprobungszeitpunkte
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.11: Vergleich der CMT-Werte S. aureus-negativer (links) und -positiver
(rechts) Milchproben des Betriebes A
signifikanter Unterschied in Abhängigkeit vom S. aureus-Nachweis (p < 0,05)
hochsignifikanter Unterschied in Abhängigkeit vom S. aureus-Nachweis
(p < 0,01)
91
Ergebnisse
Tabelle 4.11: Mediane der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4)
bzw. der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) S. aureus-positiver und –negativer
Milchproben des Betriebes A sowie Ergebnisse der entsprechenden Vergleiche zum
jeweiligen Zeitpunkt (Wilcoxon’s two sample test)
Median
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
1042,5
940
2
1174
709
3 (2.Impfung)
1221
372
4
2680
610
5
3,0
3,0
6
3,0
2,5
7
3,0
2,5
8 (Lammung)
1,0
0,5
9
3,0
1,3
Zeitpunkte
p-Wert
n.s.
0,0098
0,0164
0,0056
n.s.
0,0395
n.s.
n.s.
0,0022
4.3.2 Betrieb B
4.3.2.1 Impfreaktionen
Bei den Tieren des Betriebes B wurden in Folge der Vakzinationen mit der
stallspezifischen
Vakzine
keine
unerwünschten
Impfstoffapplikation festgestellt.
92
Nebenwirkungen
der
Ergebnisse
4.3.2.2 S. aureus-Prävalenz
4.3.2.2.1 Entwicklung im gesamten Tierbestand
25%
S.aureus-Prävalenz
durchgängig beprobte Tiere
20%
alle Tiere im Bestand
15%
10%
5%
(L
am
8
m
un
g)
6
5
4
pf
un
g)
2
(2
.I m
7
3
1
(1
.I m
pf
un
g)
0%
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.12: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in Betrieb B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Tiere bzw.
aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Bestand befindlichen Tiere
Im Tierbestand des Betriebes B kam es nach der ersten Vakzination zu einem
signifikanten Absinken der S. aureus-Prävalenz, welchem allerdings sofort ein
zumindest auf Euterhälftenbasis signifikanter Anstieg folgte (Beprobungszeitpunkt 3).
Nach der zweiten Vakzination sank die Anzahl S. aureus-positiver Tiere dann erneut
ab, so dass zum Trockenstellen hin (Zeitpunkte 5 und 6) eine signifikant niedrigere
Prävalenz vorlag als zum Beprobungszeitpunkt 3. Auch nach der Lammung stieg die
S. aureus-Prävalenz nicht wieder an, lediglich die so genannten „Dauerausscheider“
(zwei Ziegen) wurden weiterhin positiv getestet. Die signifikanten p-Werte der
Zeitpunktvergleiche sind in Tabelle 4.12 dargestellt.
93
Ergebnisse
Tabelle 4.12: Ergebnisse der S. aureus-Prävalenzvergleiche der verschiedenen
Beprobungszeitpunkte im Betrieb B auf Tier- bzw. Euterhälftenbasis (McNemar-Test)
Zeitpunkte
1
2
3
4
5
6
7
n.s.
n.s.
0,0253
0,0143
n.s.
0,0339
0,0253
0,0143
0,0253
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
k.d.P.
n.s.
1 (1.Impfung)
2
0,0253
0,0253
3 (2.Impfung) n.s.
n.s.
n.s.
0,0455
4
0,0253 k.d.P.
n.s.
n.s.
5
0,0082
n.s.
0,0082
n.s.
6
0,0082
n.s.
0,0082
n.s.
7 (Lammung) 0,0082
n.s.
0,0082
n.s.
8
0,0082
n.s.
0,0339
n.s.
k.d.P = keine diskordanten Paare, d.h. jedes Tier wies bei beiden zu vergleichenden
Beprobungszeitpunkten den identischen S. aureus-Status auf
n.s.
= nicht signifikant
94
Ergebnisse
4.3.2.2.2 Entwicklung in der Impfgruppe s.c.
20%
durchgängig beprobte Tiere
alle Tiere im Bestand (s.c.)
S.aureus-Prävalenz
18%
16%
14%
12%
10%
8%
6%
4%
2%
8
un
g)
(L
am
m
6
5
4
pf
un
g)
2
7
(2
.Im
3
1
(1
.Im
pf
un
g)
0%
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.13: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in der Impfgruppe s.c. des
Betriebes B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h.
durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe s.c.
angehörenden Tiere
Die Entwicklung der S. aureus-Prävalenz in der Impfgruppe s.c. des Betriebes B
spiegelt den Verlauf im Gesamtbestand wider. Signifikante Unterschiede waren hier
allerdings nur zwischen Beprobungszeitpunkt 1 und den Zeitpunkten 5, 6, 7 sowie 8
(1:5, 1:6, 1:7, 1:8: p=0,0455 sowohl auf Tier- als auch auf Euterhälftenbasis) und bei
Betrachtung der Euterhälften zusätzlich zwischen Zeitpunkt 3 und 5, 7 sowie 8 (3:5,
3:7, 3:8: p=0,0455) gegeben.
95
Ergebnisse
4.3.2.2.3 Entwicklung in der Impfgruppe i.z.
S.aureus-Prävalenz
60%
durchgängig beprobte Tiere
50%
alle Tiere im Bestand (i.z.)
40%
30%
20%
10%
8
m
un
g)
6
(L
am
5
4
pf
un
g)
2
(2
.I m
7
3
1
(1
.I m
pf
un
g)
0%
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.14: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in der Impfgruppe i.z. des
Betriebes B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h.
durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe i.z.
angehörenden Tiere
In der Impfgruppe i.z. des Betriebes B nahm die S. aureus-Prävalenz den gleichen
Verlauf wie bereits für den Gesamtbestand und die Impfgruppe s.c. beschrieben
(siehe Abbildung 4.14), jedoch ohne signifikante Unterschiede zwischen den
Zeitpunkten.
4.3.2.2.4 Impfgruppenvergleich
Die S. aureus-Prävalenz in der Impfgruppe i.z. lag auf Tierbasis zu keinem
Beprobungszeitpunkt signifikant über der in der Impfgruppe s.c. (Abbildung 4.15).
Lediglich auf Basis der Euterhälften betrachtet lieferte der Impfgruppenvergleich am
Beprobungszeitpunkt 4 mit einem p-Wert von 0,0234 ein signifikantes Ergebnis.
96
Ergebnisse
40%
Impfgruppe s.c.
Impfgruppe i.z.
S.aureus-Prävalenz
35%
30%
25%
20%
15%
10%
5%
8
un
g)
(L
am
m
6
5
4
pf
un
g)
2
7
(2
.Im
3
1
(1
.Im
pf
un
g)
0%
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.15: Vergleich der S. aureus-Tierprävalenzen der Impfgruppen s.c. und
i.z. des Betriebes B
4.3.2.2.5 Entwicklung im Schafbestand
S.aureus-Prävalenz
25%
durchgängig beprobte Schafe
alle Schafe im Bestand
20%
15%
10%
5%
8
un
g)
(L
am
m
6
5
4
pf
un
g)
2
7
(2
.Im
3
1
(1
.Im
pf
un
g)
0%
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.16: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz im Schafbestand des
Betriebes B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h.
97
Ergebnisse
durchgängig beprobten Schafe bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Betrieb
befindlichen Schafe
Auch im Schafbestand des Betriebes B erinnert der Verlauf der S. aureus-Prävalenz
zunächst
an
den
im
Gesamtbestand
beobachteten
Verlauf.
Zum
Beprobungszeitpunkt 5 wurde keines der Schafe positiv getestet. Allerdings wurden
vor dem Trockenstellen (Zeitpunkt 6) doch noch zwei Tiere als Ausscheider
identifiziert, was sich nach der Lammung nicht mehr bestätigte.
Die Beprobungszeitpunkte 5, 7 und 8 konnten aufgrund der fehlenden positiv
getesteten Schafe nicht in die statistische Evaluierung einbezogen werden. Keiner
der
durchgeführten
Zeitpunktvergleiche
lieferte
für
den
Schafbestand
ein
signifikantes Ergebnis.
4.3.2.2.6 Entwicklung im Ziegenbestand
S.aureus-Prävalenz
30%
durchgängig beprobte Ziegen
25%
alle Ziegen im Bestand
20%
15%
10%
5%
8
m
un
g)
6
(L
am
5
4
pf
un
g)
2
(2
.I m
7
3
1
(1
.I m
pf
un
g)
0%
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.17: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz im Ziegenbestand des
Betriebes B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h.
durchgängig beprobten Ziegen bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Betrieb
befindlichen Ziegen
98
Ergebnisse
Im Ziegenbestand erfolgte zunächst die gleiche Entwicklung der S. aureus-Prävalenz
wie bereits für den Gesamtbestand, die Impfgruppen und die Schafe beschrieben.
Nachdem die Zahl der positiv getesteten Tiere nach der Zweitimpfung auf zwei Tiere
zurückgegangen war, wurde vor dem Trockenstellen (Beprobungszeitpunkt 6) in
keiner Milchprobe der Ziegen mehr S. aureus nachgewiesen. Nach der Lammung
wurden allerdings zwei bereits als Ausscheider bekannte Ziegen wiederum als
solche identifiziert.
Mangels positiv getesteter Ziegen konnte Beprobungszeitpunkt 6 nicht in die
statistische Auswertung einbezogen werden. Auf Tierbasis lieferte keiner der
durchgeführten Zeitpunktvergleiche ein signifikantes Ergebnis, auf Basis der
Euterhälften lag die S. aureus-Prävalenz zum Zeitpunkt 3 jeweils mit einem p-Wert
von 0,0455 signifikant über der der Zeitpunkte 5 und 7.
4.3.2.2.7 Tierartvergleich
Der Vergleich der S. aureus-Prävalenz bei Schafen und Ziegen des Betriebes B
lieferte
weder
auf
Tier-
noch
auf
Euterhälftenbasis
zu
einem
der
Beprobungszeitpunkte ein signifikantes Ergebnis.
25%
S.aureus-Prävalenz
Schafe
20%
Ziegen
15%
10%
5%
8
m
un
g)
(L
am
6
5
4
pf
un
g)
2
(2
.I m
7
3
1
(1
.I m
pf
un
g)
0%
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.18: Vergleich der S. aureus-Tierprävalenzen der Tierarten (Schaf/Ziege)
des Betriebes B
99
Ergebnisse
4.3.2.3 Gehalt an somatischen Zellen
4.3.2.3.1 Entwicklung im gesamten Tierbestand
10000
3,5
2,5
CM T-Score
Zellzahl x 1000/ml
3
1000
100
2
1,5
1
10
0,5
1
0
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
Beprobungszeitpunkte
5
6
7 (Lammung)
8
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.19: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch im gesamten Tierbestand des Betriebes B
Im Betrieb B stieg der somatische Zellgehalt der Milch nach der ersten Vakzination
signifikant an. Zum dritten Beprobungstermin hin sanken die Werte zwar wieder
deutlich ab, lagen aber noch immer signifikant über den bei der ersten Impfung
ermittelten Werten (p-Werte siehe Tabelle 4.13).
Die CMT-Werte stiegen zum Trockenstellen hin etwas an, signifikant war dieser
Unterschied zwischen Beprobungszeitpunkt 5 und 6. Nach der Lammung lagen die
CMT-Werte deutlich unter den vor dem Trockenstellen ermittelten Werten, und die
Werte vom Beprobungszeitpunkt 8, d.h. ca. sechs Wochen p.p. waren signifikant
niedriger als die bei der Boosterimpfung innerhalb der ersten 14 Tage nach der
Lammung. Die p-Werte dieser Zeitpunktvergleiche sind in Tabelle 4.14 dargestellt.
Tabelle 4.13: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen Zellgehaltes
der Milch der Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte 1 (1.Impfung)
1 (1.Impfung)
2
< 0,0001
3 (2.Impfung) < 0,0001
2
< 0,0001
3 (2.Impfung)
< 0,0001
0,0018
0,0018
100
Ergebnisse
Tabelle 4.14: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch der
Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte
4
5
6
7 (Lammung)
8
4
5
n.s.
n.s.
n.s.
< 0,0001
< 0,0001
6
n.s.
0,0023
0,0023
0,0024
< 0,0001
7 (Lammung)
< 0,0001
0,0003
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
8
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
0,0003
0,0003
4.3.2.3.2 Entwicklung in der Impfgruppe s.c.
10000
3,5
2,5
CM T-Score
Zellzahl x 1000/ml
3
1000
100
2
1,5
1
10
0,5
1
0
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
Beprobungszeitpunkte
5
6
7 (Lammung)
8
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.20: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch in der Impfgruppe s.c. des Betriebes B
Die Entwicklung des Gehaltes an somatischen Zellen der Milch in der Impfgruppe
s.c. des Betriebes B spiegelt den Verlauf im Gesamtbestand wider. Auch hier folgte
auf einen signifikanten Anstieg nach der ersten Vakzination ein deutlicher Abfall,
dennoch blieb aber der Wert gegenüber der ersten Beprobung signifikant erhöht.
Bei den CMT-Werten kam es vom Beprobungszeitpunkt 5 zum Trockenstellen
(Zeitpunkt 6) hin zu einem signifikanten Anstieg. Nach der Lammung lagen auch hier
die
Werte
sehr
deutlich
unter
den
zuvor
ermittelten
und
waren
zum
Beprobungszeitpunkt 8 gegenüber den Werten vom Zeitpunkt 7 noch einmal
signifikant abgesunken. Die p-Werte der Zeitpunktvergleiche in der Impfgruppe s.c.
zeigen Tabelle 4.15 und Tabelle 4.16.
101
Ergebnisse
Tabelle 4.15: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen Zellgehaltes
der Milch der subkutan geimpften Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte 1 (1.Impfung)
1 (1.Impfung)
2
< 0,0001
3 (2.Impfung) < 0,0001
2
< 0,0001
3 (2.Impfung)
< 0,0001
0,0317
0,0317
Tabelle 4.16: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch der
subkutan geimpften Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte
4
5
6
7 (Lammung)
8
4
5
n.s.
n.s.
n.s.
< 0,0001
< 0,0001
6
n.s.
0,0172
0,0172
0,0037
< 0,0001
0,0003
< 0,0001
7 (Lammung)
< 0,0001
0,0037
0,0003
8
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
4.3.2.3.3 Entwicklung in der Impfgruppe i.z.
10000
3,5
2,5
CM T-Score
Zellzahl x 1000/ml
3
1000
100
2
1,5
1
10
0,5
1
0
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
Beprobungszeitpunkte
5
6
7 (Lammung)
8
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.21: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch in der Impfgruppe i.z. des Betriebes B
Auch die Entwicklung in der Impfgruppe i.z. des Betriebes B folgte prinzipiell der
Entwicklung im Gesamtbestand. Nach der ersten Impfung erfolgte ein signifikanter
Anstieg des Gehaltes an somatischen Zellen. Die zum Beprobungszeitpunkt 3
ermittelten Werte blieben gegenüber den Werten der ersten Beprobung weiterhin
signifikant erhöht.
102
Ergebnisse
Die CMT-Werte stiegen zum Trockenstellen hin kontinuierlich, wenn auch nicht
signifikant, an. Nach der Lammung kam es zwar zu einem Absinken der Werte,
jedoch bestand eine Signifikanz nur beim Vergleich der Werte des Zeitpunktes 6 mit
denen des Zeitpunktes 7. Eine erneute Reduktion der Werte zum Zeitpunkt 8 führte
dann zu einer signifikanten Absenkung verglichen mit den Beprobungszeitpunkten 4,
5 und 6, wie in Tabelle 4.18 dargestellt.
Tabelle 4.17: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen Zellgehaltes
der Milch der intrazisternal geimpften Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank
test)
Zeitpunkte 1 (1.Impfung)
1 (1.Impfung)
2
0,0006
3 (2.Impfung)
0,0182
2
0,0006
3 (2.Impfung)
0,0182
n.s.
n.s.
Tabelle 4.18: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch der
intrazisternal geimpften Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte
4
5
6
7 (Lammung)
8
4
n.s.
n.s.
n.s.
0,0020
5
n.s.
6
n.s.
n.s.
n.s.
n.s.
0,0010
0,0166
0,0010
103
7 (Lammung)
n.s.
n.s.
0,0166
n.s.
8
0,0020
0,0010
0,0010
n.s.
Ergebnisse
10000
10000
1000
1000
Zellzahl x 1000/ml
Zellzahl x 1000/ml
4.3.2.3.4 Impfgruppenvergleich
100
10
100
10
1
1
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
1 (1.Impfung)
Beprobungszeitpunkte
2
3 (2.Impfung)
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.22: Vergleich der somatischen Zellgehalte in der Milch der subkutan
3,5
3,5
3
3
2,5
2,5
C M T-Score
C M T-Score
(links) und intrazisternal (rechts) geimpften Tiere des Betriebes B
2
1,5
2
1,5
1
1
0,5
0,5
0
0
4
5
6
7 (Lammung)
8
4
Beprobungszeitpunkte
5
6
7 (Lammung)
8
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.23: Vergleich der CMT-Werte der Milch der subkutan (links) und
intrazisternal (rechts) geimpften Tiere des Betriebes B
signifikanter Unterschied zwischen den Impfgruppen (p < 0,05)
Beim Vergleich der somatischen Zellgehalte zu den Beprobungszeitpunkten 1 bis 4
in den Impfgruppen s.c. und i.z. konnten keine signifikanten Unterschiede ermittelt
werden.
Die CMT-Werte stiegen in beiden Gruppen zum Trockenstellen hin an, in der
Impfgruppe i.z. allerdings deutlicher als in der Impfgruppe s.c., was durch den
signifikant niedrigeren CMT-Wert der letzteren zum Zeitpunkt 6 bestätigt wird
104
Ergebnisse
(p=0,0389). Auch nach der Lammung zum Beprobungszeitpunkt 8 lagen die CMTWerte in der Impfgruppe s.c. signifikant unter denen der Impfgruppe i.z. (p=0,0103).
4.3.2.3.5 Entwicklung im Schafbestand
3,5
10000
2,5
C M T -Sc o re
Z e llz a h l x 1 0 0 0 /m l
3
1000
100
2
1,5
1
10
0,5
1
0
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
Beprobungszeitpunkte
5
6
7 (Lammung)
8
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.24: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch der Schafe des Betriebes B
Der Milchzellgehalt der Schafe des Betriebes B stieg nach der Vakzination zum
Beprobungszeitpunkt 3 signifikant an (p-Werte siehe Tabelle 4.19).
Der CMT-Wert stieg bis zum Trockenstellen ebenfalls signifikant an, so dass die
Vergleiche der Zeitpunkte 4 und 6 sowie 5 und 6 jeweils signifikante Ergebnisse
lieferten. Die Werte der Beprobungszeitpunkte nach der Lammung (7 und 8) lagen
signifikant niedriger als die der Zeitpunkte 5 und 6, die Werte zum Zeitpunkt 4 waren
allerdings nur gegenüber denen des Beprobungszeitpunktes 8 deutlich erhöht. Die pWerte der Zeitpunktvergleiche sind in Tabelle 4.20 dargestellt.
Tabelle 4.19: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen Zellgehaltes
der Milch der Schafe des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte 1 (1.Impfung)
1 (1.Impfung)
2
n.s.
3 (2.Impfung)
0,0227
2
n.s.
3 (2.Impfung)
0,0227
0,0067
0,0067
105
Ergebnisse
Tabelle 4.20: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch der
Schafe des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte
4
5
6
7 (Lammung)
8
4
5
n.s.
n.s.
0,0347
n.s.
0,0007
6
0,0347
0,0051
0,0051
0,0490
< 0,0001
7 (Lammung)
n.s.
0,0490
0,0001
0,0001
< 0,0001
8
0,0007
< 0,0001
< 0,0001
n.s.
n.s.
4.3.2.3.6 Entwicklung im Ziegenbestand
10000
3,5
2,5
C M T -Sc o re
Z e llza h l x 1 0 0 0 /m l
3
1000
100
2
1,5
1
10
0,5
1
0
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
Beprobungszeitpunkte
5
6
7 (Lammung)
8
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.25: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMTWertes (rechts) der Milch der Ziegen des Betriebes B
Bei den Ziegen des Betriebes B führte die Erstimpfung zu einem sehr deutlichen
Anstieg des Gehaltes an somatischen Zellen in der Milch. Auch hier folgte ein
signifikanter Abfall der Werte zum Beprobungszeitpunkt 3, die signifikante Erhöhung
gegenüber Zeitpunkt 1 blieb allerdings erhalten.
Bei den CMT-Werten gab es ausgehend von einem hohen Niveau zum Zeitpunkt 4
Hinweise auf ein Absinken zum Trockenstellen hin. Bereits zur ersten Beprobung
nach der Lammung (Zeitpunkt 7) waren die CMT-Werte signifikant niedriger als noch
vor dem Trockenstellen, zur zweiten Beprobung nach der Lammung (Zeitpunkt 8)
sanken sie allerdings noch stärker ab (p-Werte siehe Tabelle 4.21 und Tabelle 4.22).
106
Ergebnisse
Tabelle 4.21: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen Zellgehaltes
der Milch der Ziegen des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte 1 (1.Impfung)
1 (1.Impfung)
2
< 0,0001
3 (2.Impfung) < 0,0001
2
< 0,0001
3 (2.Impfung)
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
Tabelle 4.22: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch der
Ziegen des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)
Zeitpunkte
4
5
6
7 (Lammung)
8
4
5
n.s.
n.s.
n.s.
< 0,0001
< 0,0001
6
n.s.
n.s.
n.s.
0,0113
< 0,0001
7 (Lammung)
< 0,0001
0,0113
0,0042
0,0042
< 0,0001
8
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
0,0041
0,0041
10000
10000
1000
1000
Zellzahl x 1000/ml
Zellzahl x 1000/ml
4.3.2.3.7 Tierartvergleich
100
10
1
100
10
1
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
1 (1.Impfung)
Beprobungszeitpunkte
2
3 (2.Impfung)
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.26: Vergleich der somatischen Zellgehalte der Milch der Schafe (links)
und Ziegen (rechts) des Betriebes B
107
3,5
3,5
3
3
2,5
2,5
C M T -S c o re
C M T -S c o re
Ergebnisse
2
1,5
2
1,5
1
1
0,5
0,5
0
0
4
5
6
7 (Lammung)
8
4
Beprobungszeitpunkte
5
6
7 (Lammung)
8
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.27: Vergleich der CMT-Werte der Milch der Schafe (links) und Ziegen
(rechts) des Betriebes B
hochsignifikanter Unterschied zwischen den Tierarten (p < 0,01)
Ausgehend von einem signifikant niedrigeren Gehalt an somatischen Zellen der
Ziegenmilch des Betriebes B verglichen mit der Schafmilch kehrte sich dieses Bild
nach der ersten Vakzination mit der stallspezifischen S. aureus-Vakzine um, so dass
die Gehalte in der Ziegenmilch zum Beprobungszeitpunkt 2 nun signifikant über
denen in der Schafmilch lagen (siehe Abbildung 4.26). Zum Zeitpunkt 3 war der
Unterschied allerdings nicht mehr signifikant.
Anschließend wiesen die Ziegen des Betriebes B allerdings stets signifikant höhere
CMT-Werte auf als die Schafe, lediglich zum Zeitpunkt 8 war diese Signifikanz nicht
mehr gegeben. Die p-Werte der Tierartvergleiche zu den jeweiligen Zeitpunkten sind
in Tabelle 4.23 dargestellt.
108
Ergebnisse
Tabelle 4.23: Mediane der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3)
bzw. der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch der Schafe und Ziegen des
Betriebes B sowie Ergebnisse der entsprechenden Vergleiche zum jeweiligen
Zeitpunkt (Wilcoxon’s two sample test)
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7 (Lammung)
8
Median
Schafe
Ziegen
66,5
29
82
299
91,5
115
0,0
3,0
0,5
2,5
0,5
2,5
0,0
1,0
0,0
0,0
p-Wert
< 0,0001
< 0,0001
n.s.
< 0,0001
0,0004
0,0002
0,0007
n.s.
4.3.2.3.8 Vergleich S. aureus-positiver und negativer Milchproben
Wie bereits für Betrieb A beschrieben war aufgrund der Tatsache, dass es sich bei
den S. aureus-positiven und –negativen Tieren nicht stets um dieselben Tiere
handelte,
eine
statistische
Auswertung
der
Entwicklung
des
somatischen
Zellgehaltes in diesen „Gruppen“ nicht möglich.
Die Zellgehalte S. aureus-positiver und -negativer Milchproben unterschieden sich
vor der Erstimpfung nicht signifikant voneinander. Nach einem unterschiedlich
starken Anstieg in beiden Gruppen lagen die Werte der positiven Proben zum
Beprobungszeitpunkt 2 allerdings signifikant über denen der negativen Proben.
Anschließend sanken die Zellgehalte in den S. aureus-positiven Proben stärker
wieder ab als in den -negativen, so dass zum Zeitpunkt 3 wiederum kein signifikanter
Unterschied vorlag.
Die CMT-Werte der S. aureus-positiven Milchproben lagen zu den Zeitpunkten 4, 7
und
8
signifikant
über
denen
der
–negativen
Milchproben.
Zu
den
Beprobungszeitpunkten 5, 7 und 8 wiesen alle S. aureus-positiven Milchproben einen
CMT-Wert von 3 auf.
109
10000
10000
1000
1000
Zellzahl x 1000/ml
Zellzahl x 1000/ml
Ergebnisse
100
10
100
10
1
1
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
1 (1.Impfung)
Beprobungszeitpunkte
2
3 (2.Impfung)
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.28: Vergleich der somatischen Zellgehalte S. aureus-negativer (links)
3,5
3,5
3,0
3,0
2,5
2,5
CM T-Score
CM T-Score
und -positiver (rechts) Milchproben des Betriebes B
2,0
1,5
2,0
1,5
1,0
1,0
0,5
0,5
0,0
0,0
4
5
6
7 (Lammung)
8
4
Beprobungszeitpunkte
5
6
7 (Lammung)
8
Beprobungszeitpunkte
Abbildung 4.29: Vergleich der CMT-Werte S. aureus-negativer (links) und -positiver
(rechts) Milchproben des Betriebes B
signifikanter Unterschied in Abhängigkeit vom S. aureus-Nachweis (p < 0,05)
hochsignifikanter Unterschied in Abhängigkeit vom S. aureus-Nachweis
(p < 0,01)
110
Ergebnisse
Tabelle 4.24: Mediane der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3)
bzw. der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) S. aureus-positiver und –negativer
Milchproben des Betriebes B sowie Ergebnisse der entsprechenden Vergleiche zum
jeweiligen Zeitpunkt (Wilcoxon’s two sample test)
Median
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
67,5
51
2
1355
114,5
3 (2.Impfung)
105
96
4
3,0
1,0
5
3,0
1,0
6
2,0
1,0
7 (Lammung)
3,0
0,0
8
3,0
0,0
Zeitpunkte
111
p-Wert
n.s.
0,0098
n.s.
0,0214
n.s.
n.s.
0,0211
0,0013
Diskussion
5 Diskussion
5.1 Beurteilung der angewandten Methoden
Für die vorliegende Arbeit wurden in zwei Betrieben die laktierenden Ziegen bzw.
Schafe und Ziegen mit einer stallspezifischen S. aureus-Vakzine geimpft um
herauszufinden, ob eine solche Vakzine entscheidend zu einer Sanierung von Schafund
Ziegenbeständen
mit
bekannter
S. aureus-Problematik
beitragen
kann.
Dementsprechend wurde nach der Impfung auf eine experimentelle Infektion
verzichtet, wie sie jedoch bereits in vielen Impfversuchen bei Rindern und kleinen
Wiederkäuern durchgeführt wurde (DERBYSHIRE 1961; NICKERSON et al. 1993;
AMORENA et al. 1994; LUBY et al. 2007). Aus diesem Grund ist ein Vergleich mit
derartigen Versuchen schwierig.
Die verwendete Vakzine wurde von der Fa. WDT, Garbsen hergestellt und enthielt
eine Suspension inaktivierter S. aureus-Isolate aus den jeweiligen Betrieben, was der
üblichen Form stallspezifischer Vakzinen entspricht. Wie bereits in Kapitel 2.6.3.1
beschrieben kamen in zahlreichen Untersuchungen ebenso zahlreiche weitere
Substanzen als Bestandteil der jeweiligen verwendeten Vakzine zum Einsatz.
Beispielsweise verwendeten NORDHAUG et al. (1994a) und WATSON et al. (1996)
für ihre Versuche an Rindern Vakzinen, die jeweils auch α- und β-Toxoid enthielten.
Bestandteile der Kapsel bzw. der Pseudokapsel von S. aureus verwendeten
AMORENA et al. (1994), GIRAUDO et al. (1997) und TOLLERSRUD et al. (2002) bei
ihren Impfversuchen an Schafen bzw. Rindern. Als weitere Antigene in Vakzinen
gegen S. aureus kamen u.a. der Clumping Faktor (SHKRETA et al. 2004) und
Protein A (NICKERSON et al. 1985; PANKEY et al. 1985) zum Einsatz. Die
genannten Bestandteile
sowie
einige
zugesetzte
Adjuvantien,
insbesondere
Dextransulfat und FICA (WATSON 1992a; WATSON u. DAVIES 1993; LEE, J. W. et
al. 2005) sollten die Bildung von spezifischen Antikörpern induzieren bzw. verstärken
und somit Toxinwirkungen abschwächen, anti-phagozytäre Wirkungen von Kapsel
und Pseudokapsel mildern, die Anlagerung von S. aureus an Epithelzellen
verhindern sowie die Phagozytose von S. aureus durch das Ausschalten von
Virulenzfaktoren gezielt steigern. Die Steigerung dieser spezifischen Wirkungen
112
Diskussion
konnte bei der hier verwendeten Vakzine mangels entsprechender Bestandteile nicht
erwartet werden.
Neben dem Beitrag zur Betriebssanierung sollte auch überprüft werden, ob eine
intrazisternale Applikation der Vakzine bessere Ergebnisse erzielen kann als die
systemische, d.h. subkutane Verabreichung. Als systemische Variante wurde hier,
gemäß der Angaben des Herstellers, die subkutane Applikation gewählt, da diese
der gängigen Praxis zur Verabreichung von Vakzinen in Schaf- und Ziegenbetrieben
entspricht. Die hier ebenfalls durchgeführte intrazisternale Verabreichung wurde bei
Schafen und Ziegen bereits von DERBYSHIRE und SMITH (1969) sowie
MCDOWELL und WATSON (1974) erprobt, allerdings in der Trockenstehphase.
Auch diese Applikationsform wurde vom Impfstoffhersteller angegeben.
Um mögliche Schädigungen des sekretorischen Gewebes und eine geringere
Milchleistung in der Folgelaktation durch die intrazisternale Applikation in der
Trockenperiode (RYŠÁNEK et al. 1988) zu vermeiden, wurde die Vakzination
bewusst in die Laktationsphase gelegt; auch wenn in den meisten zuvor
durchgeführten
Untersuchungen
die
Impfstoffapplikation
während
der
Trockenstehphase stattfand, um die kolostrale Antikörperbildung zu beeinflussen
(DERBYSHIRE u. SMITH 1969; CHANG, C. C. et al. 1981; BARRIO et al. 2003). Der
durch die Impfung in der Laktation meist ansteigende Gehalt an somatischen Zellen
(NORDHAUG
et
al.
1994b)
stellt
bei
Milchkühen
aufgrund
der
Zellzahlbeschränkungen ein größeres Problem dar als bei kleinen Wiederkäuern, für
die in Europa keine gesetzlichen Regelungen zum somatischen Zellgehalt der Milch
bestehen. Allerdings sind mögliche negative Einflüsse auf die Käseherstellung zu
bedenken (PIRISI et al. 1993).
Der S. aureus-Nachweis wurde in der vorliegenden Untersuchung entweder mittels
kultureller Untersuchung (Zeitpunkte 1 bis 5 sowie Zeitpunkt 9 in Betrieb A und
Zeitpunkt 8 in Betrieb B) der aseptisch entnommenen Milchproben oder mittels einer
S. aureus-spezifischen PCR (Betrieb A Zeitpunkte 6 bis 8, Betrieb B Zeitpunkte 6
und 7) durchgeführt. Bei der Interpretation der S. aureus-Prävalenzen zu den
unterschiedlichen Beprobungszeitpunkten ist daher stets zu bedenken, dass die
Methode, mit der diese bestimmt wurden, nicht immer dieselbe war.
113
Diskussion
Die kulturelle Untersuchung stellt den Goldstandard für den S. aureus-Nachweis dar.
Allerdings ist die Sensitivität für den S. aureus-Nachweis bei einmaliger Beprobung,
wie in dieser Untersuchung zu den jeweiligen Beprobungszeitpunkten durchgeführt,
gemäß SEARS et al. (1990) und ADAMS et al. (1992) eher unbefriedigend (siehe
auch Kapitel 2.5.1.1). Dennoch stellt die einmalige Milchprobenentnahme mit
Verwendung von 10 µl Milch als Inoculum pro Probe ohne vorheriges Einfrieren oder
Zentrifugieren und Ausstreichen des Sediments der Milch die gängige Praxis für die
kulturelle Untersuchung von Milchproben dar, auch wenn größere Inocula oder die
genannten Verfahren die Sensitivität für den S. aureus-Nachweis erhöhen könnten
(VILLANUEVA et al. 1991; ZECCONI et al. 1997; KRÖMKER et al. 2008). Da die
vorliegende
Untersuchung
darauf
abzielte,
eine
praxistaugliche
und
somit
finanzierbare Sanierung von Schaf- und Ziegenbetrieben mit S. aureus-Mastitiden zu
erreichen, wurden die üblichen Verfahren für eine kulturelle Untersuchung von
Milchproben angewandt.
Auch die durchgeführte S. aureus-spezifische PCR sollte möglichst praxistauglich
und
wenig
aufwändig
sein,
daher
wurde
hier
auf
zusätzliche
vorherige
Anreicherungskulturen (GILLESPIE u. OLIVER 2005; YAMAGISHI et al. 2007)
verzichtet und die DNA-Isolierung direkt aus der Milch und nicht aus dem Sediment
nach Zentrifugation (KUŹMA et al. 2003; HEIN et al. 2005) durchgeführt, obwohl
diese Maßnahmen die Sensitivität verbessern können. Die Sequenzen der
verwendeten Primer entstammten dem 16 s rRNA-Genabschnitt des coa-Gens.
Ähnliche Primer verwendeten auch SMYTH et al. (2005) für ihre Untersuchungen, in
vielen anderen Studien wurden allerdings Primer aus dem Bereich des nuc-Gens
genutzt (KIM et al. 2001; CREMONESI et al. 2005; GRABER et al. 2007). Die PCR
wird in Kapitel 5.2.1.1 noch näher besprochen.
Die Bestimmung des Gehaltes an somatischen Zellen wurde mittels eines
fluoreszenz-optisch-elektronischen Verfahrens bzw. semiquantitativ mittels CMT
durchgeführt. Das fluoreszenz-optisch-elektronische Verfahren entwickelt sich immer
mehr zur Standardmethode und bietet gerade bei Ziegenmilch Vorteile, da es sich
um eine DNA-spezifische Zellzählung handelt. Diese ist bei Ziegenmilch aufgrund
der apokrinen Sekretion im Euter und der somit anfallenden zytoplasmatischen
114
Diskussion
Partikel für eine ausreichend genaue Zählung vonnöten (PAAPE u. CAPUCO 1997).
Allerdings berichtete HAENLEIN (2002), dass eine Kalibrierung der Gerätschaften
mit Ziegenmilch nötig wäre. Da diese Kalibrierung für die vorliegende Untersuchung
nicht durchgeführt wurde, ist es möglich, dass die Zellgehalte der Ziegenmilchproben
hier tatsächlich um bis zu 24% unter den gemessenen Werten liegen. Nach
CONTRERAS et al. (2007) sollten außerdem das Alter, die Aufbewahrung und die
Temperatur der Milch großen Einfluss auf die mittels fluoreszenz-optischelektronischer Verfahren gemessenen Zellgehalte haben.
Die Vergleichbarkeit der Ergebnisse von semiquantitativem CMT und quantitativer
Zellzahlbestimmung wurde sowohl bei Schaf- (DEUTZ et al. 1995; BERGONIER u.
BERTHELOT 2003; MAURER u. SCHAEREN 2007a) als auch bei Ziegenmilch
(HARRER 2006; MAURER u. SCHAEREN 2007b) von vielen Autoren als gut
eingestuft. UPADHYAYA und RAO (1993) waren sogar der Ansicht, dass bei Ziegen
der CMT besser zur Mastitiserkennung geeignet wäre als die Leukozytenzahl. Aus
Kostengründen wurde daher hier ab der fünften (Betrieb A) bzw. vierten (Betrieb B)
Beprobung dazu übergegangen, anstatt der quantitativen Zellzahlbestimmung den
CMT durchzuführen.
Auf eine Bestimmung von spezifischen S. aureus-Antikörpern aus Blut oder Milch
wurde in der vorliegenden Untersuchung bewusst verzichtet, auch wenn diese in den
meisten
vorangegangenen
Impfversuchen
gegen
S. aureus-Mastitiden
zur
Überprüfung des Impferfolges durchgeführt wurde. Zwar konnten bei diesen
Versuchen regelmäßig Anstiege der spezifischen Antikörper-Konzentration v.a. im
Vergleich zur Kontrollgruppe ermittelt werden, jedoch konnten diese Antikörper
S. aureus-Mastitiden nach experimenteller Infektion nicht gänzlich verhindern
(AMORENA et al. 1994; HADIMLI et al. 2005; LUBY et al. 2007; PELLEGRINO et al.
2008). Zusätzlich ist zu bedenken, dass es sich bei der hier durchgeführten Studie
um einen Sanierungsversuch von S. aureus-Problembeständen handelte, so dass
insbesondere chronisch infizierte Tiere vermutlich schon vor der Vakzination
spezifische Antikörper aufwiesen, wie es auch von LEITNER et al. (2000) für
chronisch infizierte Kühe bestätigt wurde. MIDDLETON et al. (2009) konnten nach
Vakzination der Kühe einer Herde mit 3% S. aureus-Prävalenz mit Lysigin® keinen
115
Diskussion
Unterschied
zwischen
der
Impf-
und
der
Kontrollgruppe
bezüglich
der
Konzentrationen spezifischer IgA, IgG1, IgG2 und IgM in der Milch feststellen.
Bei chronischen Infektionen mit S. aureus ist die Effektivität von Antikörpern aufgrund
der intrazellulären Überlebensfähigkeit des Erregers insgesamt kritisch zu beurteilen
(TALBOT u. LACASSE 2005) und es ist zu überlegen, ob nicht eine Aktivierung der
neutrophilen Granulozyten und eine Steigerung des „respiratory burst“ wichtigere
Faktoren für die Eliminierung von S. aureus aus dem Euter darstellen.
5.2 Beurteilung der Ergebnisse
5.2.1 Beurteilung der Ergebnisse bakteriologischer Untersuchungen
5.2.1.1 Vergleichbarkeit von kultureller Untersuchung und PCR
Die
in
dieser
Untersuchung
verwendete
PCR
lieferte
nur
eine
mittlere
Übereinstimmung mit der durchgeführten kulturellen Untersuchung. Elf der
insgesamt 55 untersuchten, kulturell für S. aureus negativen Milchproben ergaben in
der PCR ein positives Ergebnis. Dies war durchaus zu erwarten, da auch
metabolisch inaktive oder abgetötete Bakterien (z.B. durch Antibiotika), die kulturell
nicht mehr anzuzüchten sind, durch die PCR nachgewiesen werden können (KHAN
et al. 1998). Insofern schien die PCR bezüglich der Sensitivität der kulturellen
Untersuchung überlegen zu sein. Auch HEIN et al. (2005) fanden mit ihrer nuc-Gen
spezifischen PCR 19% S. aureus-positiver Rohmilchproben (Kuh- und Ziegenmilch),
die in der mikrobiologischen Untersuchung negativ getestet worden waren. Ebenso
berichteten YAMAGISHI et al. (2007) von einer höheren Sensitivität der von ihnen
durchgeführten
S. aureus-spezifischen
PCR
im
Vergleich
zur
kulturellen
Untersuchung der Milchproben. Hingegen erwiesen sich in der Untersuchung von
KUŹMA et al. (2003) alle kulturell negativ auf S. aureus getesteten Milchproben auch
in der nuc-Gen spezifischen PCR als negativ.
Allerdings konnten mit der in der vorliegenden Untersuchung durchgeführten PCR
nur 55 der insgesamt 71 kulturell als S. aureus-positiv identifizierten Milchproben
mittels der PCR als positiv eingestuft werden. Dies widerspricht deutlich den
Angaben von GRABER et al. (2007), die mit ihrer nuc-Gen spezifischen PCR in allen
116
Diskussion
Kuhmilchproben, die mittels kultureller Untersuchung positiv auf S. aureus getestet
worden waren, ebenfalls S. aureus nachweisen konnten. HEIN et al. (2005)
berichteten von nur 1% falsch negativ getesteter Proben. Beim Vergleich dieser
Ergebnisse mit denen der vorliegenden Untersuchung ist allerdings zu bedenken,
dass für viele der Studien zumindest teilweise künstlich kontaminierte Rohmilch
(KHAN et al. 1998; HEIN et al. 2005) oder auch Milch artifiziell infizierter Kühe (KIM
et al. 2001) oder Schafe (KHAN et al. 1998) verwendet wurde.
Ein möglicher Grund für die relativ große Differenz zwischen kulturell und in der PCR
S. aureus-positiv getesteten Proben ist eine Störung der PCR durch z.B. große
Mengen an somatischen Zellen. Da insbesondere nach der Verabreichung der
stallspezifischen Vakzine die Gehalte an somatischen Zellen in den positiven
Milchproben beider Betriebe stark anstiegen und vor der PCR keine wie von
KUBOTA et al. (2007) proklamierte Trennung von somatischen Zellen und Bakterien
durchgeführt worden war, ist eine Beeinflussung der Ergebnisse der PCR durchaus
denkbar. Weiterhin kommt eine Verfälschung dieser Ergebnisse durch eine starke
kompetitive Mikroflora in Betracht (CREMONESI et al. 2007). Einige der S. aureuspositiven Milchproben enthielten hier zusätzlich weitere Bakterien wie z.B. CNS,
welche als Störfaktor fungiert haben könnten. GRABER et al. (2007) bezeichneten
allerdings ihre nuc-Gen spezifische PCR für Kuhmilch auch bei gleichzeitigem
Vorhandensein großer Mengen CNS in der Milchprobe als sicher.
Prinzipiell könnte die große Differenz zwischen kulturell und in der PCR S. aureuspositiv getesteten Proben statt durch eine fehlerhafte PCR auch durch falsch positive
Ergebnisse in der kulturellen Untersuchung begründet werden. Dies ist z.B. möglich,
wenn alle CPS als S. aureus klassifiziert werden, obwohl auch S. intermedius und
S. hyicus koagulase-positiv sein können (CAPURRO et al. 1999). Möglich erscheint
dies auch in der vorliegenden Untersuchung insbesondere, da eines der kulturell als
S. aureus identifizierten, in der PCR jedoch negativ getesteten Isolate in der
Typisierung nicht als S. aureus klassifiziert werden konnte. Da nur wenige Isolate
typisiert wurden, ist nicht auszuschließen, dass noch weitere Proben durch die
kulturelle Untersuchung falsch positiv, durch die PCR hingegen korrekt als S. aureusnegativ eingestuft wurden.
117
Diskussion
5.2.1.2 Resistenztests
Die in der vorliegenden Untersuchung durchgeführten Resistenztests zeigten eine
nahezu volle Empfänglichkeit aller getesteten S. aureus-Isolate gegenüber den
verwendeten Antibiotika. Von ähnlich guten Ergebnissen berichteten bereits LOLLAI
et al. (2008), die eine sinkende Resistenzrate bei aus Schafmilch isolierten S. aureus
postulierten und weniger als 2% Penicillin-resistente Stämme vorfanden. Auch
MØRK et al. (2005b) wiesen lediglich bei drei von 384 S. aureus-Isolaten aus der
Milch von Fleischschafen eine Penicillin-Resistenz nach. Hingegen hatten AIRESDE-SOUSA et al. (2007) bei Schafen und Ziegen noch 33% Penicillin-resistente
S. aureus isoliert. Auch sie fanden, wie es in der vorliegenden Untersuchung der Fall
war, intermediäre Reaktionen auf Erythromycin. VAUTOR et al. (2007) identifizierten
auch zwei Oxacillin-resistente S. aureus-Stämme bei Milchschafen, während die
Isolate der vorliegenden Studie und aus weiteren Untersuchungen stets Oxacillinempfindlich waren (MORONI et al. 2005b; AIRES-DE-SOUSA et al. 2007).
Die Beobachtungen von HAVERI et al. (2007), die bei S. aureus-Isolaten aus
bovinen Milchproben eine Tendenz zur Penicillin-Resistenz nachwiesen, soweit
diese von persistent infizierten Kühen stammten, konnten durch die hier
durchgeführten Resistenztests nicht bestätigt werden. Weder die Isolate von
persistent noch von vorübergehend infizierten Schafen oder Ziegen wiesen eine
Penicillin-Resistenz auf.
Offensichtlich beruht der Status von S. aureus-Problembeständen, wie sie hier
untersucht wurden, also nicht auf einer ausgeprägten Antibiotika-Resistenz der im
Bestand vorkommenden S. aureus-Stämme, sondern könnte vielmehr durch
betriebsbedingte Strukturen (Hygiene) bedingt sein.
Weiterhin ist wichtig festzuhalten, dass sich aus keiner der untersuchten Proben von
Schafen und Ziegen Hinweise auf das Vorkommen von MRSA ergaben.
5.2.1.3 Typisierung einiger S. aureus-Isolate mittels DNA-Microarray
Dass fast alle der zur Typisierung eingeschickten Isolate unabhängig von
Ursprungsbetrieb oder -tierart als agr_I/ CC133-MSSA [tst1+, entC/L+] identifiziert
werden konnten, spricht für eine geringe Wirts- aber möglicherweise ausgeprägte
118
Diskussion
Gewebespezifität der Isolate. Gleiches wurde von MØRK et al. (2005a) berichtet, die
mittels PFGE nur wenige verschiedene, eng verwandte S. aureus-Isolate bei Kühen,
Schafen und Ziegen in Norwegen nachweisen konnten. Sie schlossen daraus auf
eine geringe Wirts- aber größere anatomische Spezifität, die sich vermutlich zu
Zeiten herausbildete, als mehrere Wiederkäuerspezies zusammen auf einem
landwirtschaftlichen
Gehöft
gehalten
wurden.
Entgegen
der
These
der
Gewebespezifität konnten VAUTOR et al. (2009) mit einem Microarray gleiche
S. aureus-Stämme sowohl in der Nase als auch in Milchproben von an subklinischen
Mastitiden erkrankten Schafen identifizieren. Sie fanden keine gewebespezifischen
Virulenzfaktoren. VIMERCATI et al. (2006) konnten entgegen der hier beobachteten
geringen Wirtsspezifität deutliche Unterschiede bei S. aureus-Isolaten von Schafen,
Ziegen und Kühen bzgl. der Koagulase-Subtypen, des Protein A-Gens sowie der
Enterotoxin-Gene feststellen. Auch SCHERRER et al. (2004) fanden deutliche
phänotypische Unterschiede zwischen aus der Tankmilch von Kühen und kleinen
Wiederkäuern isolierten S. aureus-Stämmen.
MORONI et al. (2005b) konnten mit Hilfe der multiple-locus variable number of
tandem repeats analysis (MLVA) bei chronisch mit S. aureus infizierten Ziegen nur
einen Klon nachweisen, der also Eigenschaften eines „kuhassoziierten“ Erregers
aufweisen musste. Da in der vorliegenden Untersuchung ebenfalls ein deutlich
dominierender S. aureus-Stamm in den jeweiligen Betrieben nachgewiesen wurde,
kann auch hier von einer Übertragung des Erregers vorwiegend während der
Melkzeit ausgegangen werden. FOURNIER et al. (2008) identifizierten aus bovinen
Mastitismilchproben per PCR hingegen zwar einen Genotyp, der Eigenschaften
eines „kuhassoziierten“ Erregers aufwies, zusätzlich aber viele weitere Genotypen,
die sich epidemiologisch eher wie CNS verhielten und auch weniger pathogen
zeigten.
Bezüglich der Pathogenität ist zu sagen, dass der in der vorliegenden Arbeit
vornehmlich isolierte S. aureus-Stamm zwar hauptsächlich subklinische, durchaus
aber auch klinische und sogar perakute Mastitiden auszulösen vermochte. Dies
entspricht Untersuchungen von MIDDLETON et al. (2002), die mittels PFGE
feststellten, dass dieselbe Menge S. aureus desselben Stammes bei einigen Kühen
119
Diskussion
zu einer klinischen Mastitis führte, während sie bei anderen gar keine intramammäre
Infektion hervorrief. Zu anderen Ergebnissen kamen HAVERI et al. (2007), die aus
der Milch von Kühen mit persistenten IMI häufiger S. aureus mit Penicillin-Resistenz
und den Enterotoxinen d und j isolieren konnten.
Des Weiteren zeigt das Vorkommen von agr_I/ CC133-MSSA [tst1+, entC/L+] in
beiden Betrieben, dass eine räumlich relativ weite Ausbreitung möglich ist, was für
Effektivität bei der Infektion von Eutergewebe kleiner Wiederkäuer spricht. Auch
dieses wurde von MØRK et al. (2005b) bestätigt, die bei Fleischschafen in Norwegen
mittels PFGE nachweisen konnten, dass unabhängig von der Region 5 Pulstypen
59% der S. aureus-Isolate stellten. Ebenso stellten VAUTOR et al. (2005) mittels
MLST und PFGE eine weite Verbreitung gleicher oder genetisch eng verwandter
S. aureus-Klone in Schafmilchproben fest.
Der Nachweis eines Stammes, der häufig bei Menschen vorkommt, deutet auf eine
Übertragung vom Menschen auf das Tier hin. Denkbar wäre eine Übertragung von
den Melkerhänden auf das Euter, wie sie auch von FABIANO et al. (2005) bei Kühen
nachgewiesen wurde. Dies kommt hier insbesondere in Frage, da im Betrieb A vom
Melker keine Handschuhe getragen wurden.
Ein weiteres wichtiges Ergebnis der Typisierung ist die Tatsache, dass die in der
jeweiligen stallspezifischen Vakzine verwendeten S. aureus-Isolate demjenigen
Stamm entsprachen, der nach der Vakzination aus Milchproben geimpfter Tiere
isoliert werden konnte. Dies ist in sofern von Bedeutung, als eine Infektion mit einem
heterologen Stamm das Ergebnis bezüglich der Immunitätsbildung gegen den
Impfstamm hätte verfälschen können. Andererseits wäre natürlich eine Immunität
gegen zahlreiche - am besten alle - S. aureus-Mastitis-Stämme wünschenswert,
weshalb in zahlreichen Impfversuchen mit anschließender experimenteller Infektion
heterologe S. aureus-Stämme für diese verwendet wurden (WATSON u. KENNEDY
1981; RYŠÁNEK et al. 1988; LUBY et al. 2007).
5.2.2 Beurteilung der Effekte der Vakzination
Zur besseren Vergleichbarkeit und zur Verdeutlichung der Unterschiede zwischen
beiden Betrieben werden alle in den Betrieben erhobenen Ergebnisse im Folgenden
betriebsübergreifend und nicht getrennt für die Betriebe A und B diskutiert.
120
Diskussion
5.2.2.1 Vorversuch
Bei beiden Ziegen des Vorversuchs führte die intrazisternale Applikation des
stallspezifischen S. aureus-Impfstoffs zu einem vorübergehenden Anstieg der
Körperinnentemperatur. Gleiches wurde von DERBYSHIRE und SMITH (1969)
berichtet, die trockenstehenden Ziegen eine Vakzine aus inaktivierten S. aureus und
Toxoid intrazisternal verabreichten. Zusätzlich beobachteten sie eine Schwellung und
ein geringeres Aufeutern der jeweiligen Euterhälften, während die hier geimpften
Ziegen keine Schwellung des Euters zeigten. Da die Ziegen in der vorliegenden
Untersuchung während der Laktation geimpft wurden, konnte eine geringere
Anbildung geimpfter Euterhälften nicht beurteilt werden.
Ebenfalls aufgrund des Applikationszeitpunktes der Vakzine, der bei den meisten
Untersuchungen in der Trockenstehphase lag, gibt es nur wenige Erfahrungen zur
Entwicklung des somatischen Zellgehalts im Zuge der Vakzination. NORDHAUG et
al.
(1994b)
empfahlen
allerdings,
die
Boosterimpfungen
aufgrund
des
Zellzahlanstiegs in der Trockenstehphase durchzuführen. ANDERSON (1978)
proklamierte, dass eine Impfung gegen Mastitiserreger immer zu einer, wenn auch
milden, Mastitis und somit auch zu einem Anstieg des somatischen Zellgehaltes
führen müsste. Bei beiden Ziegen des Vorversuchs war nach der intrazisternalen
Vakzination ein deutlicher Zellzahlanstieg festzustellen. Dieser könnte ebenso wie
die Erhöhung der Körperinnentemperatur ein Zeichen der von ANDERSON (1978)
erwähnten milden Mastitis als Reaktion auf die Impfstoffapplikation sein. Welche
Mechanismen hier genau beteiligt sind, kann zum gegenwärtigen Zeitpunkt nur
vermutet werden und müsste genauer untersucht werden.
Insgesamt konnte aus dem Vorversuch auf eine gute Verträglichkeit der verwendeten
stallspezifischen S. aureus-Vakzine bei intrazisternaler Applikation geschlossen
werden.
5.2.2.2 Impfreaktionen
Während in Betrieb A in Folge der Erstimpfung massive Impfreaktionen wie Fieber,
gestörtes Allgemeinbefinden der Tiere und ein deutlicher Milchleistungsrückgang
beobachtet werden konnten, wurden in Betrieb B keinerlei Nebenwirkungen
121
Diskussion
beobachtet. Der fehlende Rückgang der Milchleistung in Betrieb B könnte auf der
ohnehin sehr geringen Milchleistung der dort gehaltenen laktierenden Schafe und
Ziegen beruhen. Andererseits könnten die besonders ausgeprägten Nebenwirkungen
bei den Tieren des Betriebes A auch durch eine zusätzliche Infektion der Tiere im
Bestand und die somit größere Belastung des Immunsystems hervorgerufen worden
sein. Im Betrieb A waren zum Zeitpunkt der Erstimpfung einzelne Tiere mit ggr.
Symptomen einer Atemwegserkrankung (Pasteurellose) aufgefallen, allerdings war
diese Problematik bereits seit Langem bekannt und auch schon ein Therapieversuch
unternommen worden. Auch in anderen Untersuchungen mit S. aureus-Impfstoffen
an Ziegen insbesondere bei intrazisternaler Applikation konnten Nebenwirkungen wie
Fieber beobachtet werden (DERBYSHIRE 1961; DERBYSHIRE u. SMITH 1969).
5.2.2.3 S. aureus-Prävalenz
5.2.2.3.1 Entwicklung im gesamten Tierbestand
Die Entwicklung der S. aureus-Prävalenz verlief in den Betrieben A und B zunächst
eher gegenläufig. Während in Betrieb A die Prävalenz nach der Erstimpfung von 5,1
auf 23,7% anstieg, sank sie im Betrieb B von 23,1 auf 10,3% ab. Im Betrieb A folgte
ein Absinken auf 3,4%, in Betrieb B hingegen ein erneuter Anstieg auf 18,0%. Im
Betrieb B folgte der Zweitimpfung dann der erneute Abfall bis auf schließlich 5,1%.
Eine mögliche Erklärung für den starken Prävalenzanstieg nach der Erstimpfung in
Betrieb A könnte sein, dass die Impfung zu einer Aktivierung von im Gewebe
eingeschlossen S. aureus (NICKERSON 1993a) führte, so dass es zu einer
stärkeren Ausscheidung von S. aureus mit der Milch und damit zu einer besseren
Detektierbarkeit mittels kultureller Untersuchung kam. Ein ähnlicher Ansatz wäre die
Beurteilung
der
Erstimpfung
als
Stressereignis,
welches
zu
höheren
Ausscheidungsraten von S. aureus führte (KRÖMKER et al. 2008). Allerdings ist
fraglich, ob dieser Effekt über 14 Tage anhalten würde. Denkbar wäre natürlich auch
ein anderes Stressereignis unmittelbar vor der zweiten Beprobung. Die genannten
Möglichkeiten liefern allerdings nur sinnvolle Erklärungen, wenn alle in der zweiten
Beprobung positiv getesteten Tiere bereits bei der Erstimpfung infiziert waren, jedoch
mittels der hier durchgeführten kulturellen Untersuchung nicht identifiziert werden
122
Diskussion
konnten. Eine Neuinfektion der Tiere durch die Vakzine ist durch die inaktivierten
Bakterien
auszuschließen,
durch
Kontamination
z.B.
der
Vygonüle
bei
intrazisternaler Applikation aber nicht gänzlich unmöglich. Auch eine Feldinfektion
zwischen der ersten und zweiten Beprobung wäre denkbar. Dagegen spricht
allerdings, dass die Prävalenz im Betrieb A nach der zweiten Beprobung wieder
zurückging. Dies deutet vielmehr auf einen Clearance-Effekt der Vakzine hin, wie er
z.B. auch bei PANKEY et al. (1985) beschrieben wurde, die nach Impfung eine
doppelt so hohe Spontanheilungsrate wie bei ungeimpften Kühen feststellten.
Schwieriger zu erklären ist die anfängliche Prävalenzentwicklung im Betrieb B.
Natürlich kommen auch hier den jeweiligen Impfungen und Probennahmen
vorausgegangene Stressereignisse als Ursache der hohen Prävalenzen zu den
Beprobungszeitpunkten 1 und 3 in Frage. Möglicherweise führte aber auch die
Erstimpfung bereits zu einer Verbesserung der Immunitätslage, die allerdings erst
nach der Boosterimpfung und damit zum Beprobungszeitpunkt 4 und den folgenden
zu einer dauerhaften Bakterienclearance führen konnte.
Ab dem Beprobungszeitpunkt 3 (Betrieb A) bzw. 5 (Betrieb B) blieben die
Prävalenzen bis zum Trockenstellen in beiden Betrieben relativ konstant. Da hier
zumeist dieselben Tiere in allen Beprobungen S. aureus ausschieden, kann von
„Dauerausscheidern“ gesprochen werden. In beiden Betrieben wurden nicht alle
dieser Dauerausscheider vor Beginn der folgenden Laktation der Schlachtung
zugeführt, so dass jeweils zunächst drei solcher Tiere im Bestand verblieben.
Während es im Betrieb A nach der Lammung zu einem erneuten Anstieg der
S. aureus-Prävalenz kam, der vermutlich auf Neuinfektionen beruhte, blieb die
Prävalenz in Betrieb B weiterhin konstant. Zwei der bekannten Dauerausscheider
des Betriebes B wurden in beiden Probennahmen nach der Lammung weiterhin als
S. aureus-Ausscheider identifiziert, ein Tier wurde bei beiden Beprobungen negativ
getestet, d.h. es kam vermutlich zu einer Spontanheilung, möglicherweise unterstützt
durch das Trockenstellen (BERGONIER et al. 2003). Die zwei verbliebenen
S. aureus-positiven
Tiere
des
Betriebes
B
wurden
nach
Beendigung
der
vorliegenden Untersuchung geschlachtet. Zwar wurden auch in Betrieb A noch zwei
der drei verbliebenen - und weiterhin positiv getesteten - Tiere aus dem Betrieb
123
Diskussion
entfernt, jedoch war es vorher offensichtlich bereits zu einer erneuten Ausbreitung
von S. aureus im Betrieb gekommen. Zu erwähnen ist, dass es sich bei den neu
infizierten Tieren im Betrieb A grundsätzlich um Alttiere, nicht aber um Zutreter
handelte. Möglicherweise bot die stallspezifische Vakzine ihnen also einen besseren
Infektionsschutz als den Alttieren. Zu einem ähnlichen Ergebnis kamen GIRAUDO et
al. (1997) und CALZOLARI et al. (1997), die eine Vakzine gegen S. aureus zunächst
Färsen und in der zweiten Untersuchung Kühen verabreichten. Bei Färsen schien die
Vakzine bessere Erfolge zu erzielen als bei Kühen.
Die unterschiedliche Entwicklung der S. aureus-Prävalenz in den Betrieben
insbesondere nach der Lammung lässt sich möglicherweise durch unterschiedliches
Herdenmanagement, insbesondere die Melkzeit betreffend, erklären. In Betrieb B
trugen, wie bereits in Kapitel 3.2.2 beschrieben, die Melkerinnen Handschuhe, was in
Betrieb A nicht der Fall war. Dies könnte die Ausbreitung von S. aureus im Betrieb A
gemäß FABIANO et al. (2005) und VAUTOR et al. (2003) gefördert bzw. erleichtert
haben. Außerdem wurden im Betrieb B im Gegensatz zum Betrieb A die Zitzen der
Tiere nach dem Melken mit einem Jod-Glyzerin-Präparat gedippt, was die
Kolonisation der Zitzen mit S. aureus und somit das Vorkommen von S. aureusMastitiden verringern soll (FOX 1992; BARKEMA et al. 2006). SOMMERHÄUSER et
al. (2003) berichteten jedoch auch über S. aureus-Stämme, bei deren Vorkommen
Zitzendippen die Zahl der Neuinfektionen nicht beeinflussen konnte. Andererseits
wurde in Betrieb A eine Melkreihenfolge eingehalten, was gemäß BERGONIER et al.
(2003) und WILSON et al. (1995) Neuinfektionen zumindest einschränken sollte.
MIDDLETON et al. (2001) stellten allerdings fest, dass die Trennung von Milchkühen
in Gruppen während des Melkens Neuinfektionen mit S. aureus nicht verhindern
konnte.
5.2.2.3.2 Entwicklung in den verschiedenen Impfgruppen
Die Entwicklung der S. aureus-Prävalenz nahm bei den subkutan geimpften Tieren
beider Betriebe einen stark an den Gesamtbestand erinnernden Verlauf. Dies lag
sicherlich auch daran, dass der jeweils überwiegende Teil der Tiere dieser
Impfgruppe angehörte. In der Impfgruppe i.z. des Betriebes B kam es trotz der
wesentlich geringeren Tierzahl zu einem ebenfalls ähnlichen Verlauf wie im
124
Diskussion
Gesamtbestand, während sich im Betrieb A ein deutlich abweichendes Bild bot. Hier
zeigte sich ein zunächst konstanter Verlauf der S. aureus-Prävalenz. Lediglich die
Entwicklung nach der Lammung glich mit einem deutlichen, teilweise trotz der
geringen Tierzahl signifikanten Prävalenzanstieg der Entwicklung in der Impfgruppe
s.c..
Vergleicht man die S. aureus-Prävalenzen in den verschiedenen Impfgruppen der
jeweiligen Betriebe, so fällt auf, dass die für die intrazisternal geimpften Tiere
ermittelten Werte fast immer über denen der subkutan geimpften lagen. Allerdings
waren signifikante Unterschiede nur in Betrieb A vorzufinden. Bei der Bewertung
dieser Prävalenzen ist allerdings zu bedenken, dass die Ausgangswerte bei den
intrazisternal geimpften Tieren in beiden Betrieben mit 13,3% (A) bzw. 35,7% (B)
jeweils über denen der subkutan geimpften Tiere (A: 3,7%, B: 17,4%) lagen, was
jedoch keinem signifikanten Unterschied entsprach. Diese nicht beabsichtigte
Situation entstand, weil zum Zeitpunkt der Erstimpfung der S. aureus-Status der
Tiere noch nicht bekannt war. Da sich im Versuchsverlauf im Betrieb A signifikante
Unterschiede zwischen den Impfgruppen ergaben, kann davon ausgegangen
werden, dass die intrazisternale Applikation den Tieren weniger Schutz bot als die
subkutane. Dies widerspricht den Ergebnissen von MCDOWELL und WATSON
(1974), die Schafe a.p. mit einer Vakzine bestehend aus inaktivierten S. aureus und
Toxoid entweder intramuskulär oder intrazisternal impften und 30 Tage p.p.
experimentell infizierten. Sie kamen aufgrund einer höheren Milchleistung und
geringerer klinischer Symptomatik bei den intrazisternal geimpften Tieren zu dem
Schluss, dass die intrazisternale Applikation der Vakzine mehr Schutz vor einer
S. aureus-Mastitis bot als die intramuskuläre. Auch DERBYSHIRE (1961) sowie
DERBYSHIRE und SMITH (1969) waren der Ansicht, die intrazisternale Impfung von
Ziegen mit inaktivierten S. aureus liefere bei anschließender experimenteller Infektion
gute Ergebnisse. Eine mögliche Erklärung für diese abweichenden Ergebnisse liefert
der Impfzeitpunkt der Tiere, da diese in der vorliegenden Untersuchung -anders als
in den genannten Studien- während der Laktation geimpft wurden.
125
Diskussion
5.2.2.3.3 Entwicklung bei den verschiedenen Tierarten
Da im Betrieb A nur Ziegen in den Versuch eingebunden waren, ist dieser Punkt
prinzipiell nur für den Betrieb B relevant. Es sollen allerdings auch Parallelen
zwischen den Ziegen des Betriebes A und denen des Betriebes B aufgezeigt
werden.
Zunächst verlief die Entwicklung der S. aureus-Prävalenz sowohl bei den Schafen
als auch bei den Ziegen des Betriebes B ähnlich wie im Gesamtbestand, jedoch
ohne signifikante Unterschiede zwischen den jeweiligen Beprobungszeitpunkten. Im
weiteren Verlauf und insbesondere nach der Lammung zeigte sich jedoch, wenn
auch nicht durch einen signifikanten Prävalenzunterschied, dass bei den Ziegen so
genannte Dauerausscheider zu finden waren, während aus keiner der Milchproben
von Schafen ein S. aureus-Nachweis gelang. Diese Dauerausscheider konnten auch
unter den Ziegen des Betriebes A identifiziert werden, was dafür spricht, dass Ziegen
möglicherweise häufiger über einen längeren Zeitraum S. aureus ausscheiden als
Schafe. Eine weitere mögliche Erklärung wäre, dass durch die stallspezifische
Vakzine weniger Spontanheilungen bei Ziegen als bei Schafen induziert werden
konnten. Auch ALEANDRI et al. (1993) konnten in ihren Untersuchungen Ziegen als
Dauerausscheider von S. aureus identifizieren. DEUTZ et al. (1995) identifizierten
zwar S. aureus mit 63,8% als häufigsten Erreger chronischer Schafmastitiden,
lieferten
allerdings
keine
Daten
zur
Dauer
der
Infektion.
Vergleichende
Untersuchungen zur Dauer einer S. aureus-Mastitis bei Schafen und Ziegen liegen
meines Wissens nach nicht vor.
Aufgrund der spärlichen Literatur zu Impfversuchen gegen S. aureus-Mastitiden bei
der Ziege kann hier keine Aussage darüber getroffen werden, ob üblicherweise
Schafe oder Ziegen mit einer größeren Anzahl an Spontanheilungen auf solche
Impfversuche reagieren. Dies müsste noch näher untersucht werden.
126
Diskussion
5.2.2.4 Gehalt an somatischen Zellen
5.2.2.4.1 Ausgangssituation in den Betrieben
Bei der Betrachtung der Entwicklungen des Gehaltes an somatischen Zellen in den
beiden Betrieben ist es wichtig, die jeweilige Ausgangssituation, d.h. die vor der
Vakzination zu Versuchsbeginn ermittelten Zellgehalte zu berücksichtigen. Diese
lagen im Betrieb B deutlich niedriger als im Betrieb A (Median 940.000 Zellen/ml
Milch in Betrieb A vs. 50.000 Zellen/ml Milch in Betrieb B), was eine Erklärung für
ermittelte Unterschiede zwischen den Entwicklungen der Zellzahlen in beiden
Betrieben sein könnte. Warum die Ausgangszellgehalte in beiden Betrieben so stark
voneinander abwichen, kann hier nur vermutet werden. Eine mögliche Begründung
liefern die unterschiedlichen Tierarten im Versuch, denn während in Betrieb A
ausschließlich Ziegen in den Versuch eingebunden waren, wurden in Betrieb B
sowohl Schafe als auch Ziegen untersucht. Gegen diese Begründung spricht
allerdings, dass die Ziegen des Betriebes B zu Versuchsbeginn mit einem Median
von 28.500 Zellen/ml Milch sogar noch niedrigere Zellgehalte aufwiesen als die
Schafe (Median 67.000 Zellen/ml Milch), so dass der Unterschied zu den Ziegen des
Betriebes
A
noch
gravierender
ausfiel.
Wahrscheinlicher
ist,
dass
die
Ausgangszellzahlen durch das Management, insbesondere was die Melkhygiene und
Melktechnik betrifft, beeinflusst wurden. Während in Betrieb B die Melker stets
Handschuhe trugen und die Zitzen nach dem Melken mit einem Jod-GlyzerinPräparat gedippt wurden, wurde im Betrieb A auf diese Maßnahmen verzichtet. Wie
Untersuchungen von BARNOUIN et al. (2004) und SHAILJA und SINGH (2002)
zeigten, führte das Zitzendippen nach dem Melken zu niedrigeren Zellzahlen im
Vergleich mit Tieren, deren Zitzen nicht gedippt wurden.
Die Melktechnik wurde hier nicht überprüft, so dass ihr Einfluss auf die Zellgehalte
nicht näher charakterisiert werden kann.
5.2.2.4.2 Entwicklung im gesamten Tierbestand
Auch die Entwicklung des Gehaltes an somatischen Zellen verlief wie die der
S. aureus-Prävalenz
in
den
Betrieben
127
A
und
B
während
der
ersten
Diskussion
Beprobungszeitpunkte eher gegensätzlich. Während im Betrieb A auf die
Erstimpfung bis zur Zweitimpfung ein signifikantes Absinken der Zellzahlen folgte,
stiegen die Werte im Betrieb B nach der Erstimpfung zunächst signifikant an, um zur
Zweitimpfung wieder deutlich abzusinken. Allerdings lag der Gehalt an somatischen
Zellen bei der Zweitimpfung im Betrieb B immer noch deutlich über den
Ausgangswerten. Im Betrieb A stiegen die Zellgehalte nach der Zweitimpfung wieder
signifikant an, so dass sie nur noch geringfügig unter den Werten vor der
Zweitimpfung lagen.
Der Anstieg der somatischen Zellgehalte im Betrieb B kann als Reaktion auf die
Erstimpfung interpretiert werden, da schon ANDERSON (1978) der Ansicht war, eine
Impfung gegen Mastitis würde zunächst grundsätzlich mit einer milden Mastitis
einhergehen und somit zu einer Erhöhung der Zellzahl führen. Gleiches gilt für den
Zellzahlanstieg im Betrieb A nach der Zweitimpfung. Auch NORDHAUG et al.
(1994b) erwarteten einen Anstieg der somatischen Zellgehalte nach einer Impfung
gegen S. aureus-Mastitis. Bei Ziegen kann sogar davon ausgegangen werden, dass
jede Vakzination zunächst zu einer Erhöhung der Zellzahl führt (LERONDELLE et al.
1992; BERGONIER et al. 1993). Dies widerspricht allerdings der beobachteten
Entwicklung im Betrieb A nach der Erstimpfung. Auch in einigen anderen
Untersuchungen zur Vakzination gegen S. aureus-Mastitis bei Rindern ohne
experimentelle Infektion der Tiere wurde von niedrigeren Zellzahlen in der Impfverglichen mit der Kontrollgruppe berichtet (NORDHAUG et al. 1994a; TENHAGEN
et al. 2001; LEITNER et al. 2003b), jedoch handelte es sich hier eher um einen langdenn mittelfristigen Effekt, wie er in der vorliegenden Untersuchung auftrat.
CALZOLARI et al. (1997) beobachteten ebenfalls ein Absinken des somatischen
Zellgehalts im Vergleich zum Ausgangswert bei geimpften Kühen, allerdings nur
unter der Voraussetzung, dass der Zellgehalt vor der Impfung unter 500.000
Zellen/ml Milch lag. Da sich die physiologischen somatischen Zellgehalte von Ziegen
und Kühen relativ stark unterscheiden (siehe Kapitel 2.5.2.1), ist dieser Grenzwert
sicherlich nicht ohne weiteres auf die Ziegen des Betriebes A zu übertragen. Es fällt
allerdings auf, dass der Median der Zellgehalte von Beprobungszeitpunkt 1 bis 3
zwar von 940.000 auf 368.000 Zellen/ml Milch absank, gleichzeitig jedoch der
128
Diskussion
jeweilige maximale Wert von 5,3 auf 7,1 Millionen Zellen/ml Milch anstieg (siehe
auch Tabelle 9.23). Andere Autoren konnten in Feldversuchen an Milchrindern keine
Unterschiede bezüglich der Zellzahl zwischen Impf- und Kontrollgruppe und somit
keinen positiven Effekt der Vakzine auf den Zellgehalt ermitteln (HOEDEMAKER et
al. 2001; MIDDLETON et al. 2009).
Die CMT-Werte sanken im Betrieb A zum Trockenstellen hin kontinuierlich ab,
während
sie
im
Betrieb
B
vom
Beprobungszeitpunkt
5
zu
Zeitpunkt
6
(Trockenstellen) anstiegen. Der beobachtete Anstieg der Werte im Betrieb B ist als
Hinweis auf steigende Zellzahlen zum Ende der Laktation insbesondere für Ziegen
als physiologisch zu bezeichnen (BERGONIER et al. 1993; DE CRÉMOUX et al.
1993).
Demnach
verlief
die
Entwicklung
der
CMT-Werte
im
Betrieb
A
entgegengesetzt zur physiologischen Entwicklung. Dies könnte als positiver
Langzeiteffekt der Vakzination interpretiert werden, der auch - wie bereits erwähnt von NORDHAUG et al. (1994a), TENHAGEN et al. (2001), LEITNER et al. (2003b)
und CALZOLARI et al. (1997) beobachtet wurde. Die sehr unterschiedliche
Entwicklung in beiden Betrieben könnte einerseits in den unterschiedlichen Tierarten
im Versuch (nur Ziegen vs. Schafe und Ziegen) oder aber, wie in Kapitel 5.2.2.4.1
bereits
beschrieben,
in
den
sehr
unterschiedlichen
Zellzahlen
bereits
zu
Versuchsbeginn (Median 940.000 Zellen/ml Milch in Betrieb A vs. 50.000 Zellen/ml
Milch in Betrieb B) begründet sein.
Nach der Lammung konnten in beiden Betrieben wesentlich niedrigere CMT-Werte
ermittelt werden als zuvor. Dies lässt sich wiederum durch den physiologischen
Verlauf der Zellgehalte insbesondere bei Ziegen während der Laktation erklären
(BERGONIER et al. 1993; DE CRÉMOUX et al. 1993). Die niedrigsten Ergebnisse
wurden im Betrieb B beim zweiten Beprobungstermin nach der Lammung erzielt,
wohingegen die Werte im Betrieb A zu diesem Zeitpunkt bereits wieder deutlich
angestiegen waren. Der Grund hierfür könnten Variationen des Abstandes zwischen
der Lammung und der ersten Beprobung p.p. sein, da diese lediglich innerhalb der
ersten 14 Tage stattfinden sollte. Möglicherweise fand diese Beprobung im Betrieb B
durchschnittlich früher nach der Lammung statt, so dass der somatische Zellgehalt
aufgrund der Kolostralphase noch erhöht war (MADSEN et al. 2004) und erst
129
Diskussion
anschließend absank. So berichteten BERGONIER et al. (1993), dass bei Schafen
der somatische Zellgehalt physiologischerweise sogar mindestens bis zum 45. Tag
der Laktation absinkt.
Der deutlich höhere CMT-Wert im Betrieb A bei der zweiten Beprobung nach der
Lammung im Vergleich zum Beprobungszeitpunkt 8 könnte mit der ebenfalls deutlich
angestiegenen S. aureus-Prävalenz zusammenhängen (MORONI et al. 2005a; HALL
u. RYCROFT 2007). Denkbar ist aber natürlich auch ein Zellzahlanstieg als Reaktion
auf die vorhergehende Boosterimpfung (s.o.).
5.2.2.4.3 Entwicklung in den verschiedenen Impfgruppen
Wie sich schon im Hinblick auf die S. aureus-Prävalenz zeigte, spiegelten auch
bezüglich des Gehaltes an somatischen Zellen die Verläufe bei den subkutan
geimpften Tieren beider Betriebe die jeweiligen Entwicklungen im Gesamtbestand
wider. Auch hier ist wieder zu bedenken, dass diese jeweils den Großteil der Tiere
des Bestandes umfassten. Ebenfalls wie schon bei der S. aureus-Prävalenz glich
auch die Entwicklung der Zellzahl in der Impfgruppe i.z. des Betriebes B dem Verlauf
im Gesamtbestand, es waren allerdings gegenüber denen in der Impfgruppe s.c.
teilweise signifikant erhöhte CMT-Werte festzustellen.
In der Impfgruppe i.z. des Betriebes A hingegen bot sich, wiederum analog zur
Entwicklung der S. aureus-Prävalenz, ein abweichendes Bild. Die Gehalte an
somatischen Zellen stiegen hier nach der Erstimpfung zum Beprobungszeitpunkt 3
hin signifikant an, während sie in der Impfgruppe s.c. im gleichen Zeitraum signifikant
absanken. Dies führte zu einem signifikanten Unterschied zwischen beiden
Impfgruppen zum Beprobungszeitpunkt 3. Nach der Zweitimpfung sank der Gehalt
an somatischen Zellen in der Impfgruppe i.z. des Betriebes A wieder etwas ab. Die
Entwicklung der CMT-Werte verlief in beiden Gruppen des Betriebes A parallel,
wobei die Werte in der Impfgruppe i.z. ausgenommen bei der ersten Beprobung nach
der Lammung stets über denen in der Impfgruppe s.c. lagen. Signifikant war dieser
Unterschied nur zum Beprobungszeitpunkt 9, d.h. der zweiten Beprobung nach der
Lammung.
In beiden Betrieben deutet die etwas ausgeprägtere Reaktion in Form eines
Zellzahlanstiegs auf die Erstimpfung in der Impfgruppe i.z. verglichen mit der
130
Diskussion
Impfgruppe s.c. auf eine stärkere Aktivierung der lokalen Abwehr, d.h. die
Entwicklung einer Mastitis bei den Tieren der Impfgruppe i.z. hin (ANDERSON
1978). Für Untersuchungen, in denen bei Kühen und bei Schafen die Auswirkungen
von intrazisternaler und systemischer Applikation von Vakzinen gegen S. aureusMastitis verglichen wurden, wurde stets die Trockenstehphase zur Impfung gewählt,
so dass keine Aussage zur Entwicklung der Zellzahl als unmittelbare Reaktion auf
die Verabreichung der jeweiligen Vakzine getroffen werden konnte (MCDOWELL u.
WATSON 1974; WATSON u. LASCELLES 1975). GÓMEZ et al. (1998) konnten
allerdings bei während der Laktation intrazisternal geimpften Mäusen keinen Anstieg
des somatischen Zellgehalts beobachten.
Dass die CMT-Werte der Impfgruppe i.z. des Betriebes A zum Beprobungszeitpunkt
9 signifikant über denen der Impfgruppe s.c. lagen kann einerseits durch die
ebenfalls signifikant höhere S. aureus-Prävalenz in dieser Gruppe begründet sein
(s.o.), andererseits aber auch Ausdruck einer erneuten starken Aktivierung der
lokalen Abwehrmechanismen als Reaktion auf die Boosterimpfung gewesen sein.
5.2.2.4.4 Entwicklung bei den verschiedenen Tierarten
Insgesamt fiel der auf die Erstimpfung folgende Zellzahlanstieg bei den Schafen des
Betriebes B wesentlich weniger deutlich aus als bei den Ziegen desselben Betriebes.
Allerdings ist hierbei zu bedenken, dass die Ziegen mit einem Median von 28.500
Zellen/ml Milch gegenüber 67.000 Zellen/ml Milch bei den Schafen in den Proben
des Zeitpunktes 1 die niedrigeren Zellzahlen aufwiesen. Dies ist in sofern
bemerkenswert, als in der Literatur für Ziegen meist höhere physiologische Gehalte
an somatischen Zellen angegeben werden als für Schafe (ZENG u. ESCOBAR 1993;
BERGONIER u. BERTHELOT 2003). Der initiale S. aureus-Status kommt hier nicht
als Ursache in Frage, da die Prävalenzen bei Schafen und Ziegen zu keinem
Zeitpunkt signifikante Unterschiede aufwiesen. Denkbar wäre allerdings eine höhere
Infektionsrate - mit anderen Erregern als S. aureus - der Schafe verglichen mit den
Ziegen. Dies kann aufgrund der Klassifizierung der Tiere als S. aureus-negativ auch
bei Nachweis von beispielsweise CNS in den Milchproben nicht ausgeschlossen
werden. Dass auch CNS erhöhte Zellgehalte bei Schafen auslösen können zeigten
ARIZNABARRETA et al. (2002).
131
Diskussion
Dem stärkeren Anstieg nach der Erstimpfung folgte zwar ein Absinken der
Zellgehalte der Ziegen zum Zeitpunkt 3, die Werte blieben aber im Vergleich zu den
Werten der Schafe, wenn auch nicht signifikant, erhöht. Insgesamt deutet der
stärkere Anstieg der somatischen Zellgehalte bei den Ziegen auf eine stärkere
Reaktion auf die Impfung hin. Da Ziegen allerdings in der Regel deutlicher als Schafe
auf jede Impfung sowie Behandlung bzw. andere Stressereignisse mit einer
steigenden Zellzahl reagieren (LERONDELLE et al. 1992; BERGONIER et al. 1993;
BERGONIER et al. 2003), bleibt fraglich, ob es sich um einen spezifischen Effekt auf
die stallspezifische Vakzine handelte.
Die CMT-Werte der Ziegen lagen mit Ausnahme des Beprobungszeitpunktes 8 stets
signifikant über denen der Schafe. Außerdem war hier zum Trockenstellen hin eine
gegensätzliche Entwicklung zu beobachten. Während es Hinweise auf ein Absinken
der Werte der Ziegen gab, wie es auch bei den Ziegen des Betriebes A der Fall war,
stiegen die Werte bei den Schafen leicht an. Diese Entwicklung deutet wiederum auf
einen Effekt der Vakzine auf die somatischen Zellgehalte von Ziegen hin, da der
erwartete Anstieg der Zellzahl im Laufe der Laktation (DE CRÉMOUX et al. 1993;
PAAPE et al. 2007) nahezu umgekehrt wurde. Allerdings ist hier zu bedenken, dass
die Bestimmung der somatischen Zellgehalte zu diesem Zeitpunkt semiquantitativ
mittels CMT erfolgte. Zwar wurde die Vergleichbarkeit von Zellgehalt und CMT von
vielen Autoren auch bei Ziegenmilch als gut beschrieben (HARRER 2006; MAURER
u. SCHAEREN 2007b), jedoch konnten BOSCOS et al. (1996) bei Ziegen keinen
Einfluss des Laktationsstadiums auf die CMT-Werte feststellen.
Der leichte Anstieg der CMT-Werte der Schafe zum Trockenstellen hin ist nach
BERGONIER et al. (1993) als physiologisch zu betrachten. Sie beschrieben einen
Zellzahlanstieg vom 105. bis 225. Tag der Laktation. PAAPE et al. (2007) konnten
hingegen keinen Einfluss des Laktationsstadiums auf die Zellgehalte von Schafmilch
feststellen. Die Vakzination hatte in diesem Zeitraum keinen offensichtlichen Einfluss
auf den somatischen Zellgehalt der Schafe.
Nach der Lammung wurden aus den bereits genannten Gründen sowohl bei Schafen
als auch bei Ziegen wiederum die niedrigsten CMT-Werte ermittelt.
132
Diskussion
5.2.2.4.5 Entwicklung in Abhängigkeit vom S. aureus-Nachweis
Die Gehalte der somatischen Zellen in den S. aureus-negativen Milchproben beider
Betriebe
entwickelten
sich
analog
zu
den
Zellzahlen
des
jeweiligen
Gesamtbestandes. Dies liegt sicherlich daran, dass stets bei der Mehrzahl der Tiere
kein S. aureus nachgewiesen wurde.
In den positiven Milchproben des Betriebes B ähnelte der Verlauf der somatischen
Zellgehalte prinzipiell ebenfalls dem Verlauf im Gesamtbestand. Nach der
Erstimpfung stieg der Zellgehalt in den positiven Milchproben ausgehend von
ähnlichen Werten allerdings signifikant stärker an als in den negativen Milchproben.
Zur Zweitimpfung sanken die Zellzahlen zwar wieder deutlich ab, lagen aber noch
immer geringfügig über denen der negativen Milchproben. Auch im Betrieb A
unterschieden sich die somatischen Zellgehalte S. aureus-positiver und -negativer
Proben erst nach der Erstimpfung signifikant. Im Gegensatz zu den Zellgehalten der
negativen Proben erfolgte bei den positiven nach der ersten Vakzination ein
geringgradiger Zellzahlanstieg. Auf die Zweitimpfung folgte dann eine noch
wesentlich
deutlichere
Erhöhung
der
somatischen
Zellgehalte.
Der
jeweils
deutlichere Zellzahlanstieg in den S. aureus-positiven Milchproben als Reaktion auf
die Vakzination legt die Vermutung nahe, dass die Impfung bei den infizierten
Euterhälften eine stärkere lokale Reaktion, d.h. eine ausgeprägtere Rekrutierung von
Leukozyten in das Euter, hervorrief als bei denen, die frei von S. aureus waren
(ANDERSON 1978).
Bemerkenswert ist auch, dass sich die somatischen Zellgehalte der S. aureuspositiven
und
-negativen
Milchproben
vor
der
Impfung
nicht
signifikant
unterschieden. Dies wird bestätigt durch Untersuchungen von MAURER und
SCHAEREN (2007b), die feststellten, dass 16,7% der mit S. aureus infizierten
Ziegen im CMT negativ reagierten. Ebenso ermittelten MIN et al. (2007) bei
subklinisch mit S. aureus infizierten Ziegen einen Gehalt an somatischen Zellen, der
nicht über den bei subklinischen Mastitiden anderer Ätiologie gemessenen Werten
lag. MORONI et al. (2005a) sowie HALL und RYCROFT (2007) stellten jedoch die
deutlich höchsten somatischen Zellgehalte bei S. aureus-positiven Ziegen fest. Die
Ergebnisse der vorliegenden Untersuchung legen nahe, dass nach der Vakzination
133
Diskussion
eine verbesserte Unterscheidung S. aureus-positiver und -negativer Euterhälften
mittels somatischen Zellgehalts bzw. CMT möglich ist.
Die CMT-Werte der S. aureus-positiven Milchproben lagen in beiden Betrieben
zumeist signifikant über denen der -negativen Proben. Nach der Lammung konnten
in den S. aureus-positiven Proben der Tiere des Betriebes A zunächst niedrigere
CMT-Werte ermittelt werden als vor dem Trockenstellen. Dies entspricht den
Aussagen von BARKEMA et al. (2006), die postulierten, dass der somatische
Zellgehalt bei Milchkühen nach dem Kalben sowohl in gesunden als auch in mit
S. aureus infizierten Vierteln absänke. Bei der zweiten Beprobung nach der
Lammung, d.h. nach der Boosterimpfung wurden jedoch bereits wieder fast
identische Werte erreicht wie vor der Lammung. Dies könnte Ausdruck einer
erneuten Aktivierung der lokalen Abwehrmechanismen und eines daraus folgenden
erhöhten Einstroms an Leukozyten in das Euter sein (ANDERSON 1978). Im Betrieb
B hingegen wurden nach der Lammung stets CMT-Werte von 3 für die S. aureuspositiven Milchproben ermittelt. Hierzu ist zu sagen, dass es sich bei diesen positiven
Proben
anders
als
im
Betrieb
A
ausschließlich
um
Proben
von
zwei
Dauerausscheiderinnen handelte. Die CMT-Werte dieser chronisch mit S. aureus
infizierten Ziegen waren möglicherweise höher als die der unter anderem auch akut
und erst seit kurzem an S. aureus-Mastitis erkrankten Tiere des Betriebes A
(FTHENAKIS 1994; MORONI et al. 2005b).
5.3 Zusammenfassende Beurteilung und Ausblick
Die Ergebnisse der vorliegenden Untersuchung zeigen, dass die verwendeten
stallspezifischen Vakzinen einen Effekt auf die geimpften Tiere hatten. Dies lässt sich
schlussfolgern, weil keine zusätzlichen Maßnahmen in den Betrieben ergriffen
wurden und es zu keinerlei Änderungen im Betriebsablauf abgesehen von der
Vakzinierung und der regelmäßigen Beprobung der Tiere kam. Über die gesamte
Versuchsperiode betrachtet führte die Vakzine zwar nur in einem der Betriebe zu
einer deutlichen Reduktion der S. aureus-Prävalenz, allerdings konnten in beiden
Betrieben im Laufe einer Laktation die S. aureus-positiven Milchproben auf die so
genannten Dauerausscheider eingegrenzt werden. Durch die in der Folgelaktation im
134
Diskussion
Betrieb A beobachtete Entwicklung der Prävalenz wurde deutlich, dass die alleinige
Vakzinierung die Tiere jedoch nicht vor Neuinfektionen mit dem Impfstamm schützen
konnte.
Auch in Bezug auf die Gehalte an somatischen Zellen konnte nur in einem der
beiden Betriebe im Laufe der Laktation der gewünschte Effekt im Sinne einer
Reduktion der Zellgehalte nachgewiesen werden. Allerdings ist hierzu zu sagen,
dass die Tiere des Betriebes A vor der Vakzination die deutlich höheren Zellgehalte
aufwiesen,
so
dass
vermutet
werden
kann,
dass
nur
bei
bestimmten
Ausgangswerten bzgl. der Zellzahlen mit einer Reduktion zu rechnen ist. Der zumeist
aufgetretene initiale Zellzahlanstieg nach der Vakzination kann als Aktivierung der
lokalen Immunität gedeutet werden.
Die erprobte intrazisternale Applikation der stallspezifischen Vakzine kann nach den
hier
vorgestellten
Ergebnissen
nicht
empfohlen
werden.
Insbesondere
die
Ergebnisse bezüglich der S. aureus-Prävalenz lassen auf eine schlechtere
Wirksamkeit im Vergleich mit der subkutanen Applikation schließen. Die zusätzlich
wesentlich aufwändigere Applikationstechnik sowie das mit ihr verbundene
Infektionsrisiko unterstützen diese Einschätzung.
Mit den Ergebnissen anderer Feldversuche zur Impfung gegen S. aureus-Mastitis
sind die Ergebnisse dieser Untersuchung in Ermangelung einer Kontroll- und einer
Impfgruppe nur begrenzt vergleichbar. Des Weiteren wurden alle diese Versuche an
Rindern durchgeführt. HOEDEMAKER et al. (2001) konnten keinen signifikanten
Einfluss der Impfung mit einer stallspezifischen Vakzine auf die S. aureus-Prävalenz
sowie den somatischen Zellgehalt in einer Milchkuhherde mit hoher S. aureusPrävalenz feststellen. Hingegen beobachteten CALZOLARI et al. (1997) und
NORDHAUG et al. (1994a) in ihren Untersuchungen jeweils eine Reduktion der
S. aureus-Prävalenz bei geimpften Tieren. Zusätzlich stellten CALZOLARI et al.
(1997) ein Absinken des somatischen Zellgehalts um 30 bis 50% bei geimpften
Tieren fest, sofern sie vor der Impfung einen Zellgehalt von unter 500.000 Zellen/ml
Milch aufgewiesen hatten. NORDHAUG et al. (1994a) verzeichneten unter den
Impflingen wesentlich weniger Tiere mit einem somatischen Zellgehalt über 500.000
Zellen/ml Milch verglichen mit den Kontrolltieren. Auch WATSON et al. (1996)
135
Diskussion
konnten mit ihrer Vakzine das Vorkommen von klinischen und subklinischen
Mastitiden bei anfangs hoher S. aureus-Herdenprävalenz reduzieren.
Die in der vorliegenden Arbeit getestete PCR erwies sich als der kulturellen
Untersuchung nicht deutlich überlegen. Zur Verbesserung der mit dieser Technik
erzielten Ergebnisse wären z.B. eine vorhergehende Anreicherungskultur zur
Verdünnung der Inhibitoren (GILLESPIE u. OLIVER 2005) oder eine vorhergehende
Entfernung der somatischen Zellen aus den Milchproben (KUBOTA et al. 2007)
denkbar. Jedoch bleibt fraglich, ob die Ergebnisse den Arbeitsaufwand rechtfertigen.
Hinsichtlich der Überprüfung des Impferfolges ist zu überlegen, ob eine Kontrolle der
Phagozytose-Kapazität und des „Respiratory burst“ der neutrophilen Granulozyten in
der Milch geimpfter Tiere möglicherweise eine größere Sicherheit bieten könnte als
der bislang meist praktizierte Nachweis spezifischer Antikörper (siehe Kapitel 5.1).
BURTON und ERSKINE (2003) beschrieben neutrophile Granulozyten und
insbesondere deren schnelle Rekrutierung in das Euter als wichtigsten Faktor für die
Immunität der Milchdrüse, opsonisierende Antikörper unterstützen sie in ihrer
Funktion. PICCININI et al. (1999) stellten fest, dass sowohl die Anzahl als auch die
Aktivität der neutrophilen Granulozyten in der Milch die Empfänglichkeit von Kühen
für S. aureus-Mastitiden beeinflussen. In ihren Untersuchungen zu einer trivalenten
S. aureus-Vakzine an Kühen testeten LEE et al. (2005) die Phagozytoserate von
neutrophilen Granulozyten, die mit Serum geimpfter Tiere inkubiert worden waren.
Dieses erhöhte die Phagozytose-Kapazität der neutrophilen Granulozyten nur
geringfügig. Dies zeigt, dass die positiven Wirkungen der spezifischen SerumAntikörper nur begrenzt sind und in zukünftigen Impfversuchen auch die
unmittelbaren Wirkungen der Vakzine auf die Aktivität der neutrophilen Granulozyten
untersucht werden sollten.
Zusammenfassend lässt sich über die Auswirkungen einer stallspezifischen Vakzine
gegen S. aureus-Mastitiden sagen, dass ihr Einsatz bei konsequenter Eliminierung
von Dauerausscheidern in Kombination mit gezielter Diagnostik die Sanierung von
Schaf- und Ziegen-Problembeständen unterstützen kann. Das soll heißen, dass die
alleinige Verabreichung der Vakzine, wie in der vorliegenden Arbeit gezeigt,
sicherlich nicht zur Erregerfreiheit führen kann. Allerdings scheinen sich nach der
136
Diskussion
Vakzination einige Tiere zu Dauerausscheidern von S. aureus zu entwickeln,
während andere offensichtlich in der Lage sind, den Erreger zu eliminieren. Ob diese
Unterschiede genetischen Ursprungs sind, müsste noch untersucht werden. Die
Dauerausscheider sollten zum Ende der Laktation identifiziert und aus dem Bestand
eliminiert werden. Eine Identifizierung sollte nach Einsatz der stallspezifischen
Vakzine mittels einmaliger kultureller Untersuchung einer Milchprobe mit größerer
diagnostischer Sicherheit möglich sein als bei ungeimpften Tieren. Da die wenigsten
Schaf- und Ziegenhalter in der Lage bzw. gewillt sein werden, aseptisch
entnommene Milchproben aller Tiere ihres Bestandes kulturell untersuchen zu
lassen, sollte aus Kostengründen zur Selektion der zu beprobenden Tiere bei allen
Tieren möglichst mehrfach ein CMT durchgeführt werden. Die Verwendung des
somatischen Zellgehalts zur Selektion „infektionsverdächtiger“ Tiere wurde auch
schon
von
VESTWEBER
(1994)
und
HOEDEMAKER
(2001)
für
Kühe
vorgeschlagen. Diese Methode scheint nach den gezeigten Ergebnissen im
Anschluss an die Vakzination sinnvoller als zuvor, da die Gehalte an somatischen
Zellen in S. aureus-positiven Milchproben als Reaktion auf die Impfung deutlich
anstiegen. Die Funktionalität und Durchführbarkeit der vorgeschlagenen Maßnahmen
müsste noch in weiteren Studien untersucht werden, könnte aber eine gute
Alternative
zum
antibiotischen
Trockenstellen
insbesondere
für
ökologisch
wirtschaftende Betriebe mit einer S. aureus-Mastitis-Problematik darstellen.
137
Zusammenfassung
6 Zusammenfassung
Julia Jokiel (2009):
Untersuchungen zur Sanierung von Staphylococcus aureus-Mastitiden mittels
stallspezifischer Vakzinen in Schaf- und Ziegenherden
Staphylococcus aureus ist als einer der wichtigsten Mastitiserreger bei Schafen und
Ziegen zu bezeichnen. Neben der Beeinträchtigung des betroffenen Tieres und den
wirtschaftlichen Einbußen durch geringere Milchleistung besitzen insbesondere die
subklinischen Mastitiden eine besondere lebensmittelhygienische Relevanz, da das
Ausscheiden
unverändertem
von
S. aureus
Sekret
Lebensmittelinfektionen
bei
klinisch
insbesondere
und
durch
–intoxikationen
unauffälligem
Rohmilch
Euterbefund
und
und
–produkte
beim Verbraucher führen
zu
kann.
Hauptziel dieser Arbeit war es daher, den Einfluss einer stallspezifischen Vakzine auf
das Vorkommen von S. aureus sowie die Gehalte an somatischen Zellen in zwei
Milchziegen- bzw. Milchschafbeständen zu untersuchen sowie zu prüfen, ob eine
Sanierung von Milchschaf- und Milchziegenbeständen mit bestehender S. aureusMastitis-Problematik mit Hilfe stallspezifischer Vakzinen möglich ist.
Nachdem
der
Impfstoff
auf
seine
Verträglichkeit
insbesondere
auch
bei
intrazisternaler Applikation getestet worden war, wurden die Milchziegen (Betrieb A)
bzw. Milchschafe und -ziegen (Betrieb B) zweier ökologisch wirtschaftender Betriebe
in Niedersachsen geimpft. Ihnen wurde während der Laktation zweimal im Abstand
von vier Wochen die jeweilige stallspezifische Vakzine entweder subkutan oder
intrazisternal verabreicht. Die Boosterimpfung wurde in den ersten 14 Tagen nach
der folgenden Lammung per subkutaner Applikation durchgeführt. Den Tieren
wurden zu sieben (Betrieb A) bzw. sechs (Betrieb B) Beprobungszeitpunkten bis zum
Trockenstellen sowie zweimal nach der folgenden Lammung aseptisch Milchproben
entnommen und kulturell bzw. mittels spezifischer PCR auf das Vorhandensein von
S. aureus untersucht. Des Weiteren wurde die Milch auf ihren Gehalt an somatischen
138
Zusammenfassung
Zellen bzw. semiquantitativ mittels CMT untersucht sowie Resistenztests mit den
isolierten S. aureus durchgeführt. Zusätzlich wurde eine Typisierung der jeweils für
die
Vakzinen
verwendeten
sowie
einiger
weiterer
(nach
der
Vakzination
identifizierter) S. aureus-Isolate aus den Betrieben durchgeführt.
Die hier durchgeführte S. aureus-spezifische PCR erwies sich im Vergleich mit der
kulturellen Untersuchung als dieser nicht überlegen.
In der Typisierung der S. aureus-Isolate wurde in beiden Betrieben und im Betrieb B
bei beiden Tierarten überwiegend derselbe Stamm nachgewiesen. Es handelte sich
nicht um MRSA, denn es wurden keine entsprechenden Gene und im Resistenztest
keine Antibiotika-Resistenzen nachgewiesen.
Die Effekte der Vakzination waren sehr unterschiedlich. Während im Betrieb B
(Milchschafe und –ziegen im Versuch) nach der Vakzination auch in der
Folgelaktation eine deutliche Reduktion der S. aureus-Prävalenz erreicht werden
konnte, stieg die Prävalenz im Betrieb A (nur Milchziegen im Versuch) nach der
Lammung wieder stark an. Während die ursprünglich hohen somatischen Zellgehalte
der Milch im Betrieb A im Laufe der Laktation reduziert werden konnten, blieben sie
im Betrieb B auf niedrigem Niveau relativ konstant.
Die S. aureus-Prävalenz und der somatische Zellgehalt lagen bei den intrazisternal
geimpften Tieren beider Betriebe fast immer über denjenigen der subkutan geimpften
Tiere.
Aufgrund
dieser
Ergebnisse
sowie
des
höheren
Aufwandes
und
Infektionsrisikos kann die intrazisternale Applikation der stallspezifischen Vakzine
nicht empfohlen werden.
Zwischen den Schafen und Ziegen des Betriebes B konnten keine signifikanten
Differenzen hinsichtlich der S. aureus-Prävalenz festgestellt werden. Es gab
allerdings Hinweise darauf, dass Ziegen häufiger als Schafe zu „Dauerausscheidern“
von S. aureus werden. Nach der Vakzination wiesen die Ziegen im Vergleich zu den
Schafen höhere somatische Zellgehalte auf.
Die somatischen Zellgehalte in den S. aureus-positiven Milchproben lagen in beiden
Betrieben erst im Anschluss an die Vakzination signifikant über denen der -negativen
Proben.
139
Zusammenfassung
Insgesamt ist zu erwarten, dass eine stallspezifische Vakzine die Sanierung von
Schaf- und
Ziegenbeständen mit bestehender S. aureus-Mastitis-Problematik
unterstützen kann, sofern gleichzeitig eine gezielte Diagnostik und eine konsequente
Eliminierung von Dauerausscheidern erfolgen. Die Applikation einer stallspezifischen
Vakzine allein führt allerdings nicht zur Erregerfreiheit. Der Vergleich beider Betriebe
zeigt, dass auch melkhygienische Maßnahmen entscheidenden Einfluss auf Zellzahl
und Sanierungserfolg haben.
140
Summary
7 Summary
Julia Jokiel (2009):
Trials on eradication of Staphylococcus aureus-mastitis by means of
autogenous bacterins in dairy sheep and goats
Staphylococcus aureus is one of the most important causative organisms in case of
mastitis in goats and sheep. In addition to the impairment of the animal and financial
losses due to reduced milk yield for the farmer, especially subclinical mastitis goes
along with a special relevance for food hygiene. As S. aureus can be shed from
clinically healthy udders and thus be present in normal milk, especially raw milk and
–products can lead to food-borne infections and intoxications in consumers.
Therefore, the main aim of the present study was to investigate the influence of an
autogenous bacterin on the prevalence of S. aureus-mastitis as well as on somatic
cell counts in two flocks of dairy sheep and goats, and to investigate whether it is
possible to eradicate S. aureus from farms with established infections based on
autogenous bacterins.
After the vaccine had been tested for adverse effects when administered via the teat
canal, the goats (flock A) or goats and ewes (flock B), respectively of two organic
dairy farms in the federal state of Lower Saxony received two doses of autogenous
bacterin at four week intervals during lactation. Vaccines were administered either
subcutaneously or intramammarily via the teat canal. A subcutaneous booster
vaccination was performed during the first 14 days post partum, i.e. at the beginning
of the next lactation cycle. Milk samples were collected aseptically seven (flock A) or
six (flock B) times prior to the end of lactation and additionally twice at the beginning
of the next lactation cycle. They were cultured for bacteria, an S. aureus specific
PCR was performed on some samples, and somatic cell counts or CMT-scores were
determined. Antimicrobial susceptibility testing was performed on isolated S. aureus.
141
Summary
The vaccine strains of S. aureus as well as several strains isolated from milk samples
after vaccination, were subjected to molecular typing by DNA Microarray.
The PCR performed in this study did not prove to be superior to the bacterial culture
of milk samples.
Molecular typing predominantly revealed the same strain of S. aureus in both flocks
and in both sheep and goats. This strain did not demonstrate features of MRSA and
was susceptible to almost all antimicrobials tested.
Effects of vaccination differed very much depending on the flock. In flock B, where
both goats and ewes were vaccinated, the vaccination led to a distinct reduction of
S. aureus which lasted until the end of the study. On the contrary, in flock A (only
goats vaccinated) the prevalence of S. aureus increased after the onset of the new
lactation period. Over the course of lactation, the originally high somatic cell counts in
flock A were reduced whereas they remained at consistently low levels in flock B.
Intramammary vaccination typically resulted in increased prevalence of S. aureus
and increased somatic cell counts as compared to subcutaneous vaccination.
Consequently, this route of application for autogenous bacterins cannot be
recommended.
Concerning S. aureus prevalence, no significant differences could be detected
between goats and ewes in flock B. However, it seems that goats are more likely to
become “long-term shedders” than ewes. Following vaccination, somatic cell counts
of goats generally exceeded those of sheep.
Somatic cell counts in milk samples containing S. aureus considerably increased
after vaccination and stayed on a rather high level compared to S. aureus negative
samples.
It can be concluded that an autogenous bacterin can support eradication of S. aureus
mastitis from small ruminant dairies if targeted diagnostics and culling of long-term
shedders are carried out consequently. Application of an autogenous bacterin alone
does not lead to the elimination of S. aureus from a flock. Comparison of the two
investigated flocks showed that milking hygiene strongly influences somatic cell
counts and the outcome of a sanitation program involving autogenous bacterins.
142
Literaturverzeichnis
8 Literaturverzeichnis
ADAMS, D. S., D. HANCOCK, L. FOX u. J. S. MCDONALD (1992):
Frequency of reisolation of Staphylococcus aureus from multiple sequential milk
samples.
J. Am. Vet. Med. Assoc. 201, 575-579
AGUILAR, B., B. AMORENA u. M. ITURRALDE (2001):
Effect of slime on adherence of Staphylococcus aureus isolated from bovine and
ovine mastitis.
Vet. Microbiol. 78, 183-191
AGUILAR, B., u. M. ITURRALDE (2001):
Binding of a surface protein of Staphylococcus aureus to cultured ovine mammary
gland epithelial cells.
Vet. Microbiol. 82, 165-175
AIRES-DE-SOUSA, M., C. E. S. R. PARENTE, O. VIEIRA-DA-MOTTA, I. C. F.
BONNA, D. A. SILVA u. H. DE LENCASTRE (2007):
Characterization of Staphylococcus aureus isolates from buffalo, bovine, ovine, and
caprine milk samples collected in Rio de Janeiro State, Brazil.
Appl. Environ. Microb. 73, 3845-3849
AKINEDEN, O., A. A. HASSAN, E. SCHNEIDER u. E. USLEBER (2008):
Enterotoxigenic properties of Staphylococcus aureus isolated from goats' milk
cheese.
Int. J. Food Microbiol. 124, 211-216
ALEANDRI, M., A. FAGIOLO, P. CALDERINI, R. COLAFRANCESCO, G.
GIANGOLINI, R. ROSATI u. F. DE MICHELIS (1993):
Studies conducted on somatic cells count of goat milk.
In: Proceedings of the Symposium on Somatic cells and milk of small ruminants,
Bella, Italien 1993, S. 65-70
ALMEIDA, R. A., K. R. MATTHEWS, E. CIFRIAN, A. J. GUIDRY u. S. P. OLIVER
(1996):
Staphylococcus aureus invasion of bovine mammary epithelial cells.
J. Dairy Sci. 79, 1021-1026
AMORENA, B., R. BASELGA u. I. ALBIZU (1994):
Use of liposome-immunopotentiated exopolysaccharide as a component of an ovine
mastitis staphylococcal vaccine.
Vaccine 12, 243-249
143
Literaturverzeichnis
ANDERSON, J. C. (1978):
Problem of immunization against staphylococcal mastitis.
Brit. Vet. J. 134, 412-418
ANDERSON, J. C. (1982):
Progressive pathology of staphylococcal mastitis with a note on control, immunization
and therapy.
Vet. Rec. 110, 372-376
ANONYM (2008):
Verordnung (EG) Nr. 889/2008 der Kommission vom 05. September 2008 mit
Durchführungsvorschriften zur Verordnung (EG) Nr. 834/2007 des Rates über die
ökologische/biologische
Produktion
und
die
Kennzeichnung
von
ökologischen/biologischen Erzeugnissen hinsichtlich der ökologischen/biologischen
Produktion, Kennzeichnung und Kontrolle.
Amtsblatt der Europäischen Union; L250/13
ARIZNABARRETA, A., C. GONZALO u. F. SAN PRIMITIVO (2002):
Microbiological quality and somatic cell count of ewe milk with special reference to
staphylococci.
J. Dairy Sci. 85, 1370-1375
BACHMANN, H. P., u. U. SPAHR (1995):
The fate of potentially pathogenic bacteria in Swiss hard and semihard cheeses
made from raw milk.
J. Dairy Sci. 78, 476-483
BARKEMA, H. W., Y. H. SCHUKKEN u. R. N. ZADOKS (2006):
Invited review: The role of cow, pathogen, and treatment regimen in the therapeutic
success of bovine Staphylococcus aureus mastitis.
J. Dairy Sci. 89, 1877-1895
BARNOUIN, J., M. CHASSAGNE, S. BAZIN u. D. BOICHARD (2004):
Management practices from questionnaire surveys in herds with very low somatic cell
score through a national mastitis program in France.
J. Dairy Sci. 87, 3989-3999
BARRIO, M. B., P. RAINARD, F. B. GILBERT u. B. POUTREL (2003):
Assessment of the opsonic activity of purified bovine sIgA following intramammary
immunization of cows with Staphylococcus aureus.
J. Dairy Sci. 86, 2884-2894
BASELGA, R., I. ALBIZU u. B. AMORENA (1994):
Staphylococcus aureus capsule and slime as virulence factors in ruminant mastitis a review.
Vet. Microbiol. 39, 195-204
144
Literaturverzeichnis
BAYLES, K. W., C. A. WESSON, L. E. LIOU, L. K. FOX, G. A. BOHACH u. W. R.
TRUMBLE (1998):
Intracellular Staphylococcus aureus escapes the endosome and induces apoptosis in
epithelial cells.
Infect. Immun. 66, 336-342
BERGONIER, D., u. X. BERTHELOT (2003):
New advances in epizootiology and control of ewe mastitis.
Livest. Prod. Sci. 79, 1-16
BERGONIER, D., R. DE CRÉMOUX, R. RUPP, G. LAGRIFFOUL u. X. BERTHELOT
(2003):
Mastitis of dairy small ruminants.
Vet. Res. 34, 689-716
BERGONIER, D., G. LAGRIFFOUL, X. BERTHELOT u. F. BARILLET (1993):
Facteurs de variation non infectieux des comptages de cellules somatiques chez les
ovins et caprins laitiers.
In: Proceedings of the Symposium on Somatic cells and milk of small ruminants,
Bella, Italien 1993, S. 113-135
BEZEK, D. M., u. B. L. HULL (1995):
Peracute gangrenous mastitis and cheilitis associated with enterotoxin-secreting
Staphylococcus aureus in a goat.
Can. Vet. J. 36, 106-107
BOGNI, C., N. SEGURA, J. GIRAUDO, A. GIRAUDO, A. CALZOLARI u. R. NAGEL
(1998):
Avirulence and immunogenicity in mice of a bovine mastitis Staphylococcus aureus
mutant.
Can. J. Vet. Res. 62, 293-298
BOSCOS, C., A. STEFANAKIS, C. ALEXOPOULOS u. F. SAMARTZI (1996):
Prevalence of subclinical mastitis and influence of breed, parity, stage of lactation
and mammary bacteriological status on Coulter Counter Counts and California
Mastitis Test in the milk of Saanen and autochthonous Greek goats.
Small Ruminant Res. 21, 139-147
BROUILLETTE, E., P. LACASSE, L. SHKRETA, J. BÉLANGER, G. GRONDIN, M. S.
DIARRA, S. FOURNIER u. B. G. TALBOT (2002):
DNA immunization against the clumping factor A (ClfA) of Staphylococcus aureus.
Vaccine 20, 2348-2357
BROUILLETTE, E., u. F. MALOUIN (2005):
The pathogenesis and control of Staphylococcus aureus-induced mastitis: study
models in the mouse.
Microbes Infect. 7, 560-568
145
Literaturverzeichnis
BUELOW, K. L., W. J. GOODGER, M. T. COLLINS, M. K. CLAYTON, K. V.
NORDLUND u. C. B. THOMAS (1996):
A model to determine sampling strategies and milk inoculum volume for detection of
intramammary Staphylococcus aureus infections in dairy cattle by bacteriological
culture.
Prev. Vet. Med. 25, 343-355
BURTON, J. L., u. R. J. ERSKINE (2003):
Immunity and mastitis - Some new ideas for an old disease.
Vet. Clin. North Am. Food Anim. Pract. 19, 1-45
CALZOLARI, A., J. A. GIRAUDO, H. RAMPONE, L. ODIERNO, A. T. GIRAUDO, C.
FRIGERIO, S. BETTERA, C. RASPANTI, J. HERNÁNDEZ, M. WEHBE, M. MATTEA,
M. FERRARI, A. LARRIESTRA u. R. NAGEL (1997):
Field trials of a vaccine against bovine mastitis 2. Evaluation in two commercial dairy
herds.
J. Dairy Sci. 80, 854-858
CAPURRO, A., C. CONCHA, L. NILSSON u. K. ÖSTENSSON (1999):
Identification of coagulase-positive staphylococci isolated from bovine milk.
Acta vet. scand. 40, 315-321
CHANG, B. S., J. S. MOON, H. M. KANG, Y. I. KIM, H. K. LEE, J. D. KIM, B. S. LEE,
H. C. KOO u. Y. H. PARK (2008):
Protective effects of recombinant staphylococcal enterotoxin type C mutant vaccine
against experimental bovine infection by a strain of Staphylococcus aureus isolated
from subclinical mastitis in dairy cattle.
Vaccine 26, 2081-2091
CHANG, C. C., A. J. WINTER u. N. L. NORCROSS (1981):
Immune-response in the bovine mammary gland after intestinal, local and systemic
immunization.
Infect. Immun. 31, 650-659
CONTRERAS, A., C. LUENGO, A. SÁNCHEZ u. J. C. CORRALES (2003):
The role of intramammary pathogens in dairy goats.
Livest. Prod. Sci. 79, 273-283
CONTRERAS, A., D. SIERRA, A. SÁNCHEZ, J. C. CORRALES, J. C. MARCO, M. J.
PAAPE u. C. GONZALO (2007):
Mastitis in small ruminants.
Small Ruminant Res. 68, 145-153
146
Literaturverzeichnis
CREMONESI, P., M. LUZZANA, M. BRASCA, S. MORANDI, R. LODI, C.
VIMERCATI, D. AGNELLINI, G. CARAMENTI, P. MORONI u. B. CASTIGLIONI
(2005):
Development of a multiplex PCR assay for the identification of Staphylococcus
aureus enterotoxigenic strains isolated from milk and dairy products.
Mol. Cell. Probe 19, 299-305
CREMONESI, P., G. PEREZ, G. PISONI, P. MORONI, S. MORANDI, M. LUZZANA,
M. BRASCA u. B. CASTIGLIONI (2007):
Detection of enterotoxigenic Staphylococcus aureus isolates in raw milk cheese.
Lett. Appl. Microbiol. 45, 586-591
DE CRÉMOUX, R., R. PILLET, M. DUCELLIEZ, V. HEUCHEL u. B. POUTREL
(1993):
Influence du nombre et du stade de lactation sur les numérations cellulaires du lait
de chèvre.
In: Proceedings of the Symposium on Somatic cells and milk of small ruminants,
Bella, Italien 1993, S. 161-165
DEINHOFER, M., u. A. PERNTHANER (1993):
Differenzierung von Staphylokokken aus Schaf- und Ziegenmilchproben.
Dtsch. tierärztl. Wochenschrift 100, 234-236
DERBYSHIRE, J. B. (1961):
The immunization of goats against staphylococcal mastitis by means of experimental
infections of the skin and udder.
Res. Vet. Sci. 2, 112-116
DERBYSHIRE, J. B., u. G. S. SMITH (1969):
Immunization against experimental staphylococcal mastitis in goat by intramammary
infusion of cell-toxoid vaccine.
Res. Vet. Sci. 10, 559-564
DEUTZ, A., A. PERNTHANER, G. SCHLERKA u. W. BAUMGARTNER (1989):
Untersuchungen über den Zellgehalt der Milch und die Verbreitung bakteriell
bedingter Entzündungen in nierderösterreichischen Schaf- und Ziegenherden.
Wien. tierärztl. Monat. 77, 70-77
DEUTZ, A., M. SCHUH, G. PLANNER u. K. FUCHS (1995):
Milchverluste durch chronische Mastitiden und Sekretionsstörungen
Therapieerfolge bei Milchschafen.
Wien. tierärztl. Monat. 82, 346-350
sowie
DVG (2000):
Leitlinien zur Entnahme von Milchproben unter antiseptischen Bedingungen und
Leitlinien zur Isolierung und Identifizierung von Mastitiserregern.
Verlag der Deutschen Veterinärmedizinischen Gesellschaft e.V., Gießen
147
Literaturverzeichnis
EITAM, M., u. M. EITAM (1993):
Direct and indirect detection of intramammary infection of the lactating ovine
mammary gland.
In: Proceedings of the Symposium on Somatic cells and milk of small ruminants,
Bella, Italien 1993, S. 15-19
EL-DIN, A. N. M. N., L. SHKRETA, B. G. TALBOT, M. S. DIARRA u. P. LACASSE
(2006):
DNA immunization of dairy cows with the clumping factor A of Staphylococcus
aureus.
Vaccine 24, 1997-2006
FABIANO, T. L. T., M. V. F. LEMOS u. P. E. N. GIVISIEZ (2005):
Fluorescent amplified fragment length polymorphism genotyping of human and
animal Staphylococcus aureus isolates from dairy farms with manual milking.
Vet. Microbiol. 109, 57-63
FOSTER, T. J., u. D. MCDEVITT (1994):
Surface associated proteins of Staphylococcus aureus: their possible roles in
virulence.
Fems Microbiol. Lett. 118, 199-205
FOURNIER, C., P. KUHNERT, J. FREY, R. MISEREZ, M. KIRCHHOFER, T.
KAUFMANN, A. STEINER u. H. U. GRABER (2008):
Bovine Staphylococcus aureus: Association of virulence genes, genotypes and
clinical outcome.
Res. Vet. Sci. 85, 439-448
FOX, L. K. (1992):
Colonization by Staphylococcus aureus on chapped teat skin - effect of iodine and
chlorhexidine postmilking disinfectants.
J. Dairy Sci. 75, 66-71
FOX, L. K., R. N. ZADOKS u. C. T. GASKINS (2005):
Biofilm production by Staphylococcus aureus associated with intramammary
infection.
Vet. Microbiol. 107, 295-299
FROST, A. J. (1975):
Selective adhesion of microorganisms to ductular epithelium of bovine mammary
gland.
Infect. Immun. 12, 1154-1156
FROST, A. J., D. D. WANASINGHE u. J. B. WOOLCOCK (1977):
Some factors affecting selective adherence of microorganisms in bovine mammary
gland.
Infect. Immun. 15, 245-253
148
Literaturverzeichnis
FTHENAKIS, G. C. (1994):
Prevalence and etiology of subclinical mastitis in ewes of southern Greece.
Small Ruminant Res. 13, 293-300
GARCÍA, V., M. GÓMEZ, M. IGLESIAS, N. SANJUAN, M. GHERARDI, M. C.
CERQUETTI u. D. SORDELLI (1996):
Intramammary immunization with live-attenuated Staphylococcus aureus:
Microbiological and immunological studies in a mouse mastitis model.
Fems Immunol. Med. Mic. 14, 45-51
GILLESPIE, B. E., u. S. P. OLIVER (2005):
Simultaneous detection of mastitis pathogens, Staphylococcus aureus,
Streptococcus uberis and Streptococcus agalactiae by multiplex real-time
polymerase chain reaction.
J. Dairy Sci. 88, 3510-3518
GIRAUDO, J. A., A. CALZOLARI, H. RAMPONE, A. RAMPONE, A. T. GIRAUDO, C.
BOGNI, A. LARRIESTRA u. R. NAGEL (1997):
Field trials of a vaccine against bovine mastitis 1. Evaluation in heifers.
J. Dairy Sci. 80, 845-853
GODDEN, S. M., J. T. JANSEN, K. E. LESLIE, N. L. SMART u. D. F. KELTON
(2002):
The effect of sampling time and sample handling on the detection of Staphylococcus
aureus in milk from quarters with subclinical mastitis.
Can. Vet. J. 43, 38-42
GÓMEZ, M. I., V. E. GARCÍA, M. M. GHERARDI, M. C. CERQUETTI u. D. O.
SORDELLI (1998):
Intramammary immunization with live-attenuated Staphylococcus aureus protects
mice from experimental mastitis.
Fems Immunol. Med. Mic. 20, 21-27
GRABER, H. U., M. G. CASEY, J. NASKOVA, A. STEINER u. W. SCHAEREN
(2007):
Development of a highly sensitive and specific assay to detect Staphylococcus
aureus in bovine mastitic milk.
J. Dairy Sci. 90, 4661-4669
GUINANE, C. M., D. E. STURDEVANT, L. HERRON-OLSON, M. OTTO, D. S.
SMYTH, A. E. VILLARUZ, V. KAPUR, P. J. HARTIGAN, C. J. SMYTH u. J. R.
FITZGERALD (2008):
Pathogenomic analysis of the common bovine Staphylococcus aureus clone (ET3):
Emergence of a virulent subtype with potential risk to public health.
J. Infect. Dis. 197, 205-213
149
Literaturverzeichnis
HADIMLI, H. H., O. ERGANIS, K. KAV u. Z. SAYIN (2005):
Evaluation of a combined vaccine against staphylococcal mastitis in ewes.
Bull. Vet. Inst. Pulawy 49, 179-182
HAENLEIN, G. F. W. (2002):
Relationship of somatic cell counts in goat milk to mastitis and productivity.
Small Ruminant Res. 45, 163-178
HALL, S. M., u. A. N. RYCROFT (2007):
Causative organisms and somatic cell counts in subclinical intramammary infections
in milking goats in the UK.
Vet. Rec. 160, 19-22
HARIHARAN, H., W. DONACHIE, C. MACALDOWIE u. G. KEEFE (2004):
Bacteriology and somatic cell counts in milk samples from ewes on a Scottish farm.
Can. J. Vet. Res. 68, 188-192
HARRER, S. (2006):
Betriebsmanagement in Milchziegenbetrieben
Eutergesundheit und Zellzahl.
Wien, Veterinärmed. Universität, Diss.
und
dessen
Einfluss
auf
HAVERI, M., A. ROSLÖF, L. RANTALA u. S. PYÖRÄLÄ (2007):
Virulence genes of bovine Staphylococcus aureus from persistent and nonpersistent
intramammary infections with different clinical characteristics.
J. Appl. Microbiol. 103, 993-1000
HEIN, I., H. J. JØRGENSEN, S. LONCAREVIC u. M. WAGNER (2005):
Quantification of Staphylococcus aureus in unpasteurised bovine and caprine milk by
real-time PCR.
Res. Microbiol. 156, 554-563
HICKS, C. R., R. J. EBERHART u. W. M. SISCHO (1994):
Comparison of microbiologic culture, an enzyme-linked immunosorbent assay, and
determination of somatic cell count for diagnosing Staphylococcus aureus mastitis in
dairy cows.
J. Am. Vet. Med. Assoc. 204, 255-260
HOEDEMAKER, M. (2001):
Neuere Aspekte zur Bekämpfung von Staphylococcus aureus als Mastitiserreger.
Tierärztl. Prax. G N 29, 7-13
HOEDEMAKER, M., B. KORFF, B. EDLER, M. EMMERT u. E. BLECKMANN (2001):
Dynamics of Staphylococcus aureus infections during vaccination with an
autogenous bacterin in dairy cattle.
J. Vet. Med. B 48, 373-383
150
Literaturverzeichnis
HUBÁČKOVÁ, M., u. D. RYŠÁNEK (2007):
Effects of freezing milk samples on the recovery of alimentary pathogens and
indicator microorganisms.
Acta vet. Brno 76, 301-307
JONSSON, P. (1985):
A new way to study virulence determinants of Staphylococcus aureus as a
background for future immunoprophylaxis in mastitis control.
Kiel. milchwirtsch. Forschungsber. 37, 528-532
JUHÁSZ-KASZANYITZKY, E., S. JANOSI, P. SOMOGYI, A. DÁN, L. VAN DER
GRAAF-VAN BLOOIS, E. VAN DULIJKEREN u. J. A. WAGENAAR (2007):
MRSA transmission between cows and humans.
Emerg. Infect. Dis. 13, 630-632
KALOGRIDOU-VASSILIADOU, D. (1991):
Mastitis-related pathogens in goat milk.
Small Ruminant Res. 4, 203-212
KARAKAWA, W. W., u. D. A. YOUNG (1979):
Immunochemical study of diverse surface antigens of a Staphylococcus aureus
isolate from an osteomyelitis patient and their role in in vitro phagocytosis.
J. Clin. Microbiol. 9, 399-408
KENNEDY, J. W., u. D. L. WATSON (1982):
Cellular basis for differences in humoral immune responses of sheep immunized with
living or killed Staphylococcus aureus vaccines.
Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 60, 643-654
KENNEDY, J. W., D. L. WATSON u. M. A. BENNELL (1981):
The early phase of the immune response to live and killed Staphylococcus aureus
vaccines in sheep - cellular and immunoglobulin parameters.
Vet. Immunol. Immunop. 2, 367-380
KHAN, M. A., C. H. KIM, I. KAKOMA, E. MORIN, R. D. HANSEN, W. L. HURLEY, D.
N. TRIPATHY u. B. K. BAEK (1998):
Detection of Staphylococcus aureus in milk by use of polymerase chain reaction
analysis.
Am. J. Vet. Res. 59, 807-813
KIM, C. H., M. KHAN, D. E. MORIN, W. L. HURLEY, D. N. TRIPATHY, M. KEHRLI,
A. O. OLUOCH u. I. KAKOMA (2001):
Optimization of the PCR for detection of Staphylococcus aureus nuc gene in bovine
milk.
J. Dairy Sci. 84, 74-83
151
Literaturverzeichnis
KOSEV, K., S. TZOLOV, S. DENEV, G. MICHAILOVA u. M. KOLEVA (1993a):
Influence of lactation and type of milking on the somatic cell count in goat milk.
In: Proceedings of the Symposium on Somatic cells and milk of small ruminants,
Bella, Italien 1993a, S. 227-229
KOSEV, K., S. TZOLOV, S. DENEV, M. VITKOV u. M. KOLEVA (1993b):
Influence of the different forms of udder inflammations and the species of microbial
agents on the somatic cell count in goat milk.
In: Proceedings of the Symposium on Somatic cells and milk of small ruminants,
Bella, Italien 1993b, S. 107-109
KRÖMKER, V., J. FRIEDRICH u. D. KLOCKE (2008):
Ausscheidung und Nachweis von Staphylococcus aureus über Milch aus infizierten
Milchdrüsenvierteln.
Tierärztl. Prax. G N 36, 389-392
KUBOTA, M., T. HAYASHI, K. IWASAKI, H. OHTSUKA, M. KOHIRUIMAKI, S.
KAWAMURA, K. SAKAGUCHI u. R. ABE (2007):
Rapid and effective method for separation of Staphylococcus aureus from somatic
cells in mastitis milk.
J. Dairy Sci. 90, 4100-4107
KUŹMA, K., E. MALINOWSKI, H. LASSA u. A. KŁOSSOWSKA (2003):
Specific detection of Staphylococcus aureus by PCR in intramammary infection.
Bull. Vet. Inst. Pulawy 47, 183-190
LEE, J. C. (1996):
The prospects for developing a vaccine against Staphylococcus aureus.
Trends Microbiol. 4, 162-166
LEE, J. W., C. N. O'BRIEN, A. J. GUIDRY, M. J. PAAPE, K. A. SHAFER-WEAVER u.
X. ZHAO (2005):
Effect of a trivalent vaccine against Staphylococcus aureus mastitis lymphocyte
subpopulations, antibody production, and neutrophil phagocytosis.
Can. J. Vet. Res. 69, 11-18
LEITNER, G., E. LUBASHEVSKY, A. GLICKMAN, M. WINKLER, A. SARAN u. Z.
TRAININ (2003a):
Development of a Staphylococcus aureus vaccine against mastitis in dairy cows I.
Challenge trials.
Vet. Immunol. Immunop. 93, 31-38
LEITNER, G., B. YADLIN, A. GLICKMAN, M. CHAFFER u. A. SARAN (2000):
Systemic and local immune response of cows to intramammary infection with
Staphylococcus aureus.
Res. Vet. Sci. 69, 181-184
152
Literaturverzeichnis
LEITNER, G., N. YADLIN, E. LUBASHEVSY, E. EZRA, A. GLICKMAN, M.
CHAFFER, M. WINKLER, A. SARAN u. Z. TRAININ (2003b):
Development of a Staphylococcus aureus vaccine against mastitis in dairy cows. II.
Field trial.
Vet. Immunol. Immunop. 93, 153-158
LERONDELLE, C., Y. RICHARD u. J. ISSARTIAL (1992):
Factors affecting somatic cell counts in goat milk.
Small Ruminant Res. 8, 129-139
LOLLAI, S. A., M. ZICCHEDDU, C. DI MAURO, D. MANUNTA, A. NUDDA u. G.
LEORI (2008):
Profile and evolution of antimicrobial resistance of ovine mastitis pathogens (19952004).
Small Ruminant Res. 74, 249-254
LUBY, C. D., u. J. R. MIDDLETON (2005):
Efficacy of vaccination and antibiotic therapy against Staphylococcus aureus mastitis
in dairy cattle.
Vet. Rec. 157, 89-90
LUBY, C. D., J. R. MIDDLETON, J. N. MA, C. L. RINEHART, S. BUCKLIN, C.
KOHLER u. J. W. TYLER (2007):
Characterization of the antibody isotype response in serum and milk of heifers
vaccinated with a Staphylococcus aureus bacterin (Lysigin™).
J. Dairy Res. 74, 239-246
MADSEN, B. D., M. D. RASMUSSEN, M. O. NIELSEN, L. WIKING u. L. B. LARSEN
(2004):
Physical properties of mammary secretions in relation to chemical changes during
transition from colostrum to milk.
J. Dairy Res. 71, 263-272
MATSUNAGA, T., S. KAMATA, N. KAKIICHI u. K. UCHIDA (1993):
Characteristics of Staphylococcus aureus isolated from peracute, acute and chronic
bovine mastitis.
J. Vet. Med. Sci. 55, 297-300
MAURER, J., u. W. SCHAEREN (2007a):
Eutergesundheit und Zellzahlen bei Milchschafen.
Forum Kleinwiederkäuer 12, 6-12
MAURER, J., u. W. SCHAEREN (2007b):
Eutergesundheit und Zellzahlen bei Ziegen.
Forum Kleinwiederkäuer 11, 6-11
153
Literaturverzeichnis
MCDOWELL, G. H., u. D. L. WATSON (1974):
Immunity to experimental staphylococcal mastitis - comparison of local and systemic
immunization.
Aust. Vet. J. 50, 533-536
MIDDLETON, J. R., L. K. FOX, J. M. GAY, J. W. TYLER u. T. E. BESSER (2002):
Influence of Staphylococcus aureus strain-type on mammary quarter milk somatic
cell count and N-acetyl-beta-D-glucosaminidase activity in cattle from eight dairies.
J. Dairy Sci. 85, 1133-1140
MIDDLETON, J. R., L. K. FOX u. T. H. SMITH (2001):
Management strategies to decrease the prevalence of mastitis caused by one strain
of Staphylococcus aureus in a dairy herd.
J. Am. Vet. Med. Assoc. 218, 1615-1618
MIDDLETON, J. R., C. D. LUBY u. D. S. ADAMS (2009):
Efficacy of vaccination against staphylococcal mastitis: A review and new data.
Vet. Microbiol. 134, 192-198
MIN, B. R., G. TOMITA u. S. P. HART (2007):
Effect of subclinical intramammary infection on somatic cell counts and chemical
composition of goats' milk.
J. Dairy Res. 74, 204-210
MONECKE, S., P. KUHNERT, H. HOTZEL, P. SLICKERS u. R. EHRICHT (2007):
Microarray based study on virulence-associated genes and resistance determinants
of Staphylococcus aureus isolates from cattle.
Vet. Microbiol. 125, 128-140
MØRK, T., T. TOLLERSRUD, B. KVITLE, H. J. JØRGENSEN u. S. WAAGE (2005a):
Comparison of Staphylococcus aureus genotypes recovered from cases of bovine,
ovine, and caprine mastitis.
J. Clin. Microbiol. 43, 3979-3984
MØRK, T., T. TOLLERSRUD, B. KVITLE, H. J. JØRGENSEN u. S. WAAGE (2005b):
Genetic diversity of Staphylococcus aureus isolated from ovine intramammary
infections in Norway.
Vet. Microbiol. 106, 265-273
MØRK, T., S. WAAGE, T. TOLLERSRUD, B. KVITLE u. S. SVILAND (2007):
Clinical mastitis in ewes; bacteriology, epidemiology and clinical features.
Acta vet. scand. 49, 23-31
MORONI, P., G. PISONI, G. RUFFO u. P. J. BOETTCHER (2005a):
Risk factors for intramammary infections and relationship with somatic-cell counts in
Italian dairy goats.
Prev. Vet. Med. 69, 163-173
154
Literaturverzeichnis
MORONI, P., G. PISONI, C. VIMERCATI, M. RINALDI, B. CASTIGLIONI, P.
CREMONESI u. P. BOETTCHER (2005b):
Characterization of Staphylococcus aureus isolated from chronically infected dairy
goats.
J. Dairy Sci. 88, 3500-3509
NAGAHATA, H., H. ITO, H. MARUTA, Y. NISHIKAWA, H. SUSUKINO, S. MATSUKI,
H. HIGUCHI, T. OKUHIRA u. A. ANRI (2007):
Controlling highly prevalent Staphylococcus aureus mastitis from the dairy farm.
J. Vet. Med. Sci. 69, 893-898
NEUMEISTER, E. (1984):
Staphylococcus aureus als Erreger eine gangräneszierenden Mastitis beim
laktierenden Rind.
Prakt. Tierarzt 65, 143-149
NICKERSON, S. C. (1993a):
Controlling Staphylococcus aureus mastitis through prevention and therapy.
Vet. Med. -US 88, 366-367
NICKERSON, S. C. (1993b):
Eliminating chronic Staphylococcus aureus mastitis.
Vet. Med. -US 88, 375-381
NICKERSON, S. C., u. W. E. OWENS (1993):
Staphylococcus aureus mastitis - reasons for treatment failures and therapeutic
approaches for control.
AGRI-PRACTICE 14, 18-23
NICKERSON, S. C., W. E. OWENS u. R. L. BODDIE (1993):
Effect of a Staphylococcus aureus bacterin on serum antibody, new infection, and
mammary histology in nonlactating dairy cows.
J. Dairy Sci. 76, 1290-1297
NICKERSON, S. C., J. W. PANKEY u. J. L. WATTS (1985):
Enhancement of the cellular immune-response of the bovine udder by local and
systemic immunization against staphylococcal mastitis.
AGRI-PRACTICE 6, 34-38
NONNECKE, B. J., L. A. ELSKEN u. M. E. KEHRLI (1986):
Local and systemic immune-response in the cow after intramammary vaccination
during lactation.
Vet. Immunol. Immunop. 11, 31-44
155
Literaturverzeichnis
NORDHAUG, M. L., L. L. NESSE, N. L. NORCROSS u. R. GUDDING (1994a):
A field trial with an experimental vaccine against Staphylococcus aureus mastitis in
cattle 1. Clinical parameters.
J. Dairy Sci. 77, 1267-1275
NORDHAUG, M. L., L. L. NESSE, N. L. NORCROSS u. R. GUDDING (1994b):
A field trial with an experimental vaccine against Staphylococcus aureus mastitis in
cattle 2. Antibody response.
J. Dairy Sci. 77, 1276-1284
O'BRIEN, C. N., A. J. GUIDRY, L. W. DOUGLASS u. D. C. WESTHOFF (2001):
Immunization with Staphylococcus aureus lysate incorporated into microspheres.
J. Dairy Sci. 84, 1791-1799
PAAPE, M. J., u. A. V. CAPUCO (1997):
Cellular defense mechanisms in the udder and lactation of goats.
J. Anim. Sci. 75, 556-565
PAAPE, M. J., G. R. WIGGANS, D. D. BANNERMAN, D. L. THOMAS, A. H.
SANDERS, A. CONTRERAS, P. MORONI u. R. H. MILLER (2007):
Monitoring goat and sheep milk somatic cell counts.
Small Ruminant Res. 68, 114-125
PANIZZI, P., R. FRIEDRICH, P. FUENTES-PRIOR, W. BODE u. P. E. BOCK (2004):
The staphylocoagulase family of zymogen activator and adhesion proteins.
Cell. Mol. Life Sci. 61, 2793-2798
PANKEY, J. W., N. T. BODDIE, J. L. WATTS u. S. C. NICKERSON (1985):
Evaluation of protein A and a commercial bacterin as vaccines against
Staphylococcus aureus mastitis by experimental challenge.
J. Dairy Sci. 68, 726-731
PELLEGRINO, M., J. GIRAUDO, C. RASPANTI, R. NAGEL, L. ODIERNO, V. PRIMO
u. C. BOGNI (2008):
Experimental trial in heifers vaccinated with Staphylococcus aureus avirulent mutant
against bovine mastitis.
Vet. Microbiol. 127, 186-190
PEREZ-CASAL, J., T. PRYSLIAK, O. KERRO-DEGO u. A. A. POTTER (2006):
Immune responses to a Staphylococcus aureus GapC/B chimera and its potential
use as a component of a vaccine for S. aureus mastitis.
Vet. Immunol. Immunop. 109, 85-97
PICCININI, R., V. BRONZO, P. MORONI, C. LUZZAGO u. A. ZECCONI (1999):
Study on the relationship between milk immune factors and Staphylococcus aureus
intramammary infections in dairy cows.
J. Dairy Res. 66, 501-510
156
Literaturverzeichnis
PIRISI, A., G. PIREDDA, F. PODDA u. S. PINTUS (1993):
Effect of somatic cell count on sheep milk composition and cheesemaking properties.
In: Proceedings of the Symposium on Somatic cells and milk of small ruminants,
Bella, Italien 1993, S. 245-251
POUTREL, B., R. DE CRÉMOUX, R. PILLET, V. HEUCHEL u. M. DUCELLIEZ
(1993):
Relations entre statut infectieux des mammelles et numérations cellulaires du lait de
chèvre
In: Proceedings of the Symposium on Somatic cells and milk of small ruminants,
Bella, Italien 1993, S. 61-64
RAINARD, P., J. C. CORRALES, A. B. BARRIO, T. COCHARD u. B. POUTREL
(2003):
Leucotoxic activities of Staphylococcus aureus strains isolated from cows, ewes, and
goats with mastitis: Importance of LukM/LukF '-PV leukotoxin.
Clin. Diagn. Lab. Immun. 10, 272-277
RYŠÁNEK, D., L. RODÁK, A. OPLETAL, T. VESELÝ u. E. JURÁK (1988):
Vakzine gegen Staphylokokkenmastitiden.
Monatsh. Veterinärmed. 43, 58-60
SAIKI, R. K., D. H. GELFAND, S. STOFFEL, S. J. SCHARF, R. HIGUCHI, G. T.
HORN, K. B. MULLIS u. H. A. ERLICH (1988):
Primer-directed enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNApolymerase.
Science 239, 487-491
SANDGREN, C. H., K. P. WALLER u. U. EMANUELSON (2008):
Therapeutic effects of systemic or intramammary antimicrobial treatment of bovine
subclinical mastitis during lactation.
Vet. J. 175, 108-117
SCHERRER, D., S. CORTI, J. E. MUEHLHERR, C. ZWEIFEL u. R. STEPHAN
(2004):
Phenotypic and genotypic characteristics of Staphylococcus aureus isolates from raw
bulk-tank milk samples of goats and sheep.
Vet. Microbiol. 101, 101-107
SCHRÖDER, A., M. HOEDEMAKER u. G. KLEIN (2005):
Resistenzen von Mastitiserregern im norddeutschen Raum.
Berl. Münch. tierärztl. Wochenschr. 118, 393-398
SEARS, P. M., u. K. K. MCCARTHY (2003):
Management and treatment of staphylococcal mastitis.
Vet. Clin. North Am. Food Anim. Pract. 19, 171-185
157
Literaturverzeichnis
SEARS, P. M., B. S. SMITH, P. B. ENGLISH, P. S. HERER u. R. N. GONZALEZ
(1990):
Shedding pattern of Staphylococcus aureus from bovine intramammary infections.
J. Dairy Sci. 73, 2785-2789
SELBITZ, H.-J. (2002):
Bakterielle Krankheiten der Tiere.
In: ROLLE, M., u. A. MAYR (Hrsg.): Medizinische Mikrobiologie, Infektions- und
Seuchenlehre.
Enke Verlag, Stuttgart, S. 507-511
SHAILJA, u. M. SINGH (2002):
Post milking teat dip effect on somatic cell count, milk production and composition in
cows and buffaloes.
Asian Austral. J. Anim. 15, 1517-1522
SHKRETA, L., B. G. TALBOT, M. S. DIARRA u. P. LACASSE (2004):
Immune responses to a DNA/protein vaccination strategy against Staphylococcus
aureus induced mastitis in dairy cows.
Vaccine 23, 114-126
SHOSHANI, E., G. LEITNER, B. HANOCHI, A. SARAN, N. Y. SHPIGEL u. A.
BERMAN (2000):
Mammary infection with Staphylococcus aureus in cows: progress from inoculation to
chronic infection and its detection.
J. Dairy Res. 67, 155-169
SHPIGEL, N. Y., P. H. KASS u. A. SARAN (2006):
A comparative randomized field trial on intramammary and intramuscular dry cow
antibiotic treatment of subclinical Staphylococcus aureus mastitis in dairy cows.
J. Vet. Med. A 53, 418-422
SLADEK, Z., D. RYŠÁNEK, H. RYZNAROVA u. M. FALDYNA (2005):
Neutrophil apoptosis during experimentally induced Staphylococcus aureus mastitis.
Vet. Res. 36, 629-643
SMITH, G. W., R. L. LYMAN u. K. L. ANDERSON (2006):
Efficacy of vaccination and antimicrobial treatment to
intramammary Staphylococcus aureus infections in dairy cattle.
J. Am. Vet. Med. Assoc. 228, 422-425
eliminate
chronic
SMYTH, D. S., P. J. HARTIGAN, W. J. MEANEY, J. R. FITZGERALD, C. F.
DEOBALD, G. A. BOHACH u. C. J. SMYTH (2005):
Superantigen genes encoded by the egc cluster and SaPlbov are predominant
among Staphylococcus aureus isolates from cows, goats, sheep, rabbits and poultry.
J. Med. Microbiol. 54, 401-411
158
Literaturverzeichnis
SOL, J., O. C. SAMPIMON, H. W. BARKEMA u. Y. H. SCHUKKEN (2000):
Factors associated with cure after therapy of clinical mastitis caused by
Staphylococcus aureus.
J. Dairy Sci. 83, 278-284
SOL, J., O. C. SAMPIMON, J. J. SNOEP u. Y. H. SCHUKKEN (1997):
Factors associated with bacteriological cure during lactation after therapy for
subclinical mastitis caused by Staphylococcus aureus.
J. Dairy Sci. 80, 2803-2808
SOMMERHÄUSER, J., B. KLOPPERT, W. WOLTER, M. ZSCHÖCK, A. SOBIRAJ u.
K. FAILING (2003):
The epidemiology of Staphylococcus aureus infections from subclinical mastitis in
dairy cows during a control programme.
Vet. Microbiol. 96, 91-102
SORDILLO, L. M., S. C. NICKERSON u. R. M. AKERS (1989):
Pathology of Staphylococcus aureus mastitis during lactogenesis: Relationships with
bovine mammary structure and function.
J. Dairy Sci. 72, 228-240
STEFFL, M., u. W. PHILIPP (2007):
Erfahrungen
zur
Sanierung
Hochleistungsmilchviehherde.
Tierärztl. Umsch. 62, 255-261
einer
Staphylococcus
aureus-infizierten
STUDER, E., W. SCHAEREN, J. NASKOVA, H. PFAEFFLI, T. KAUFMANN, M.
KIRCHHOFER, A. STEINER u. H. U. GRABER (2008):
A longitudinal field study to evaluate the diagnostic properties of a quantitative realtime polymerase chain reaction-based assay to detect Staphylococcus aureus in
milk.
J. Dairy Sci. 91, 1893-1902
SUTRA, L., u. B. POUTREL (1994):
Virulence factors involved in the pathogenesis of bovine intramammary infections
due to Staphylococcus aureus.
J. Med. Microbiol. 40, 79-89
TALBOT, B. G., u. P. LACASSE (2005):
Progress in the development of mastitis vaccines.
Livest. Prod. Sci. 98, 101-113
TENHAGEN, B. A., D. EDINGER, B. BAUMGÄRTNER, P. KALBE, G. KLÜNDER u.
W. HEUWIESER (2001):
Efficacy of a herd-specific vaccine against Staplylococcus aureus to prevent postpartum mastitis in dairy heifers.
J. Vet. Med. A 48, 601-607
159
Literaturverzeichnis
TKÁČIKOVÁ, L., A. TESFAYE u. I. MIKULA (2003):
Detection of the genes for Staphylococcus aureus enterotoxin by PCR.
Acta vet. Brno 72, 627-630
TOLLERSRUD, T., K. KENNY, D. A. CAUGANT u. A. LUND (2000):
Characterisation of isolates of Staphylococcus aureus from acute, chronic and
subclinical mastitis in cows in Norway.
Apmis 108, 565-572
TOLLERSRUD, T., P. E. NØRSTEBØ, J. P. ENGVIK, S. R. ANDERSEN, L. J.
REITAN u. A. LUND (2002):
Antibody responses in sheep vaccinated against Staphylococcus aureus mastitis: A
comparison of two experimental vaccines containing different adjuvants.
Vet. Res. Commun. 26, 587-600
TOLLERSRUD, T., L. ZERNICHOW, S. R. ANDERSEN, K. KENNY u. A. LUND
(2001):
Staphylococcus aureus capsular polysaccharide type 5 conjugate and whole cell
vaccines stimulate antibody responses in cattle.
Vaccine 19, 3896-3903
UPADHYAYA, T. N., u. A. T. RAO (1993):
Diagnosis and threshold values of subclinical mastitis in goats.
Small Ruminant Res. 12, 201-210
VAN LEEUWEN, W. B., D. C. MELLES, A. ALAIDAN, M. AL-AHDAL, H. A. M.
BOELENS, S. V. SNIJDERS, H. WERTHEIM, E. VAN DUIJKEREN, J. K. PEETERS,
P. J. VAN DER SPEK, R. GORKINK, G. SIMONS, H. A. VERBRUGH u. A. VAN
BELKUM (2005):
Host- and tissue-specific pathogenic traits of Staphylococcus aureus.
J. Bacteriol. 187, 4584-4591
VAUTOR, E., G. ABADIE, J. M. GUIBERT, C. HUARD u. M. PÉPIN (2003):
Genotyping of Staphylococcus aureus isolated from various sites on farms with dairy
sheep using pulsed-field gel electrophoresis.
Vet. Microbiol. 96, 69-79
VAUTOR, E., H. CARSENTI-DELLAMONICA, M. SABAH, G. MANCINI, M. PÉPIN u.
P. DELLAMONICA (2007):
Characterization of Staphylococcus aureus isolates recovered from dairy sheep
farms (agr group, adherence, slime, resistance to antibiotics).
Small Ruminant Res. 72, 197-199
160
Literaturverzeichnis
VAUTOR, E., C. JAY, N. CHEVALIER, N. VISOMBLIN, G. VERNET u. M. PÉPIN
(2005):
Characterization of 26 isolates of Staphylococcus aureus, predominantly from dairy
sheep, using four different techniques of molecular epidemiology.
J. Vet. Diagn. Invest. 17, 363-368
VAUTOR, E., V. MAGNONE, G. RIOS, K. LE BRIGAND, D. BERGONIER, G. LINA,
H. MEUGNIER, P. BARBRY, R. THIÉRY u. M. PÉPIN (2009):
Genetic differences among Staphylococcus aureus isolates from dairy ruminant
species: A single-dye DNA microarray approach.
Vet. Microbiol. 133, 105-114
VERBRUGH, H. A., P. K. PETERSON, B. Y. T. NGUYEN, S. P. SISSON u. Y. KIM
(1982):
Opsonization of encapsulated Staphylococcus aureus - the role of specific antibody
and complement.
J. Immunol. 129, 1681-1687
VESTWEBER, J. G. (1994):
Staphylococcus aureus mastitis 2. Diagnostic aids, therapy, and control.
Comp. Cont. Educ. Pract. 16, 217-222
VESTWEBER, J. G., u. H. W. LEIPOLD (1993):
Staphylococcus aureus mastitis 1. Virulence,
establishment of infection.
Comp. Cont. Educ. Pract. 15, 1561-1569
defense
mechanisms,
and
VILLANUEVA, M. R., J. W. TYLER u. M. C. THURMOND (1991):
Recovery of Streptococcus agalactiae and Staphylococcus aureus from fresh and
frozen bovine milk.
J. Am. Vet. Med. Assoc. 198, 1398-1400
VIMERCATI, C., P. CREMONESI, B. CASTIGLIONI, G. PISONI, P. J. BOETTCHER,
A. STELLA, G. VICENZONI u. P. MORONI (2006):
Molecular typing of Staphylococcus aureus isolated from cows, goats and sheep with
intramammary infections on the basis of gene polymorphisms and toxins genes.
J. Vet. Med. B 53, 423-428
WATSON, D. L. (1984):
Evaluation of attenuated, live staphylococcal mastitis vaccine in lactating heifers.
J. Dairy Sci. 67, 2608-2613
WATSON, D. L. (1992a):
Staphylococcal mastitis vaccine.
Vaccine 10, 359
161
Literaturverzeichnis
WATSON, D. L. (1992b):
Vaccination against experimental staphylococcal mastitis in dairy heifers.
Res. Vet. Sci. 53, 346-353
WATSON, D. L., u. H. I. DAVIES (1993):
Influence of adjuvants on the immune response of sheep to a novel Staphylococcus
aureus vaccine.
Vet. Microbiol. 34, 139-153
WATSON, D. L., u. J. W. KENNEDY (1981):
Immunization against experimental staphylococcal mastitis in sheep - Effect of
challenge with a heterologous strain of Staphylococcus aureus.
Aust. Vet. J. 57, 309-313
WATSON, D. L., u. A. K. LASCELLES (1975):
Influence of systemic immunization during mammary involution on subsequent
antibody production in mammary gland.
Res. Vet. Sci. 18, 182-185
WATSON, D. L., u. C. G. LEE (1978):
Immunity to experimental staphylococcal mastitis - Comparison of live and killed
vaccines.
Aust. Vet. J. 54, 374-378
WATSON, D. L., M. L. MCCOLL u. H. I. DAVIES (1996):
Field trial of a staphylococcal mastitis vaccine in dairy herds: Clinical, subclinical and
microbiological assessments.
Aust. Vet. J. 74, 447-450
WATSON, D. L., u. N. A. WATSON (1989):
Expression of a pseudocapsule by Staphylococcus aureus: influence of cultural
conditions and relevance to mastitis.
Res. Vet. Sci. 47, 152-157
WHITE, E. C., u. L. S. HINCKLEY (1999):
Prevalence of mastitis pathogens in goat milk.
Small Ruminant Res. 33, 117-121
WIDEL, P. W. (1994):
What about Staphylococcus aureus vaccine - Review.
AGRI-PRACTICE 15, 26-28
WILKINSON, B. J., P. K. PETERSON u. P. G. QUIE (1979):
Cryptic peptidoglycan and the anti-phagocytic effect of the Staphylococcus aureus
capsule: Model for the anti-phagocytic effect of bacterial cell surface polymers.
Infect. Immun. 23, 502-508
162
Literaturverzeichnis
WILSON, D. J., R. N. GONZALEZ u. P. M. SEARS (1995):
Segregation or use of separate milking units for cows infected with Staphylococcus
aureus - Effects on prevalence of infection and bulk tank somatic cell count.
J. Dairy Sci. 78, 2083-2085
WILSON, M. R., P. BROWN, J. R. DUNCAN u. F. HEISTAND (1972):
Influence of preparturient intramammary vaccination on immunoglobulin levels in
bovine mammary secretions.
Immunology 23, 313-320
WINTER, P., u. W. BAUMGARTNER (1999):
Schalmtestreaktionen in Ziegenmilch und deren Interpretation.
Dtsch. tierärztl. Wochenschrift 106, 30-34
YAMAGISHI, N., Y. JINKAWA, K. OMOE, S. MAKING u. K. OBOSHI (2007):
Sensitive test for screening for Staphylococcus aureus in bovine mastitis by broth
cultivation and PCR.
Vet. Rec. 161, 381-383
ZECCONI, A. (2006):
Contagious mastitis control program: The Staphylococcus aureus case.
Cattle Pract. 14, 67-75
ZECCONI, A., E. BINDA, V. BORROMEO u. R. PICCININI (2005):
Relationship between some Staphylococcus aureus pathogenic factors and growth
rates and somatic cell counts.
J. Dairy Res. 72, 203-208
ZECCONI, A., R. PICCININI, A. ZEPPONI u. G. RUFFO (1997):
Recovery of Staphylococcus aureus from centrifuged quarter milk samples.
J. Dairy Sci. 80, 3058-3063
ZENG, S. S., u. E. N. ESCOBAR (1993):
Factors affecting somatic cell counts of goat milk throughout lactation: parity and milk
production.
In: Proceedings of the Symposium on Somatic cells and milk of small ruminants,
Bella, Italien 1993, S. 157-160
ZHAO, X., u. P. LACASSE (2008):
Mammary tissue damage during bovine mastitis: Causes and control.
J. Anim. Sci. 86, 57-65
163
Anhang
9 Anhang
9.1 Angaben zu Tierzahlen und –bewegungen in den Betrieben
9.1.1 Betrieb A
Tabelle 9.1 und Tabelle 9.2 zeigen die Anzahl der zu den jeweiligen Zeitpunkten im
Betrieb
A
vorhandenen
und
beprobten
Tiere
bzw.
Euterhälften.
Etwaige
Diskrepanzen zwischen der Anzahl der Euterhälften und der doppelten Tierzahl
waren durch Tiere mit nur einer funktionstüchtigen Euterhälfte bedingt.
Tabelle 9.1: Anzahl der Tiere im Betrieb A zu den jeweiligen Beprobungszeitpunkten
gesamt
Impfgruppe s.c.
Impfgruppe i.z.
1
69
54
15
2
70
55
15
3
71
56
15
4
69
56
13
5
69
56
13
6
68
56
12
7
68
56
12
8
79
68
11
9
78
67
11
Tabelle 9.2: Anzahl der untersuchten Euterhälften im Betrieb A zu den jeweiligen
Beprobungszeitpunkten
gesamt
Impfgruppe s.c.
Impfgruppe i.z.
1
138
108
30
2
140
110
30
3
141
111
30
4
136
110
26
5
136
110
26
6
134
110
24
7
134
110
24
8
156
134
22
9
154
132
22
Tabelle 9.3 zeigt den S. aureus-Status der Tiere, die den Betrieb zur Schlachtung
verließen oder verendeten, zum Zeitpunkt ihres Abgangs.
164
Anhang
Tabelle 9.3: S. aureus-Status und Zeitpunkt des Abgangs von Tieren (Euterhälften)
durch Schlachtung oder Verenden im Betrieb A
Zeitpunkt*
1/2
2/3
3/4
4/5
5/6
6/7
7/8
8/9
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
0
1
1
1
0
3
0
0
1
0
0
0
1
1
1
0
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
0
2
1
3
0
6
0
0
1
1
0
0
1
3
2
0
*Gemeint ist hier der Zeitraum zwischen den jeweiligen Beprobungszeitpunkten, d.h.
der Abgang eines Tieres zum Zeitpunkt 1/2 erfolgte im Zeitraum zwischen der
Erstimpfung und dem Beprobungszeitpunkt 2.
9.1.2 Betrieb B
Tabelle 9.4 und Tabelle 9.5 zeigen die Anzahl der zu den jeweiligen Zeitpunkten im
Betrieb
B
vorhandenen
und
beprobten
Tiere
bzw.
Euterhälften.
Etwaige
Diskrepanzen zwischen der Anzahl der Euterhälften und der doppelten Tierzahl
waren durch Tiere mit nur einer funktionstüchtigen Euterhälfte bedingt. Die Summe
der Tiere in den beiden Impfgruppen ist nicht immer mit der Gesamtanzahl der Tiere
identisch, weil drei Tiere zunächst subkutan und anschließend intrazisternal geimpft
wurden. Diese beiden Schafe und eine Ziege wurden in den Gruppen Schafe bzw.
Ziegen allerdings trotzdem berücksichtigt. Jeweils ca. ein Viertel der Schafe und
Ziegen gehörte der Impfgruppe i.z. an, die restlichen drei Viertel der Impfgruppe s.c..
Tabelle 9.4: Anzahl der Tiere im Betrieb B zu den jeweiligen Beprobungszeitpunkten
gesamt
Schafe
Ziegen
Impfgruppe s.c.
Impfgruppe i.z.
1
63
39
24
46
14
2
63
39
24
46
14
3
63
39
24
46
14
4
63
39
24
46
14
165
5
51
27
24
40
9
6
51
27
24
40
9
7
45
24
21
34
9
8
42
21
21
31
10
Anhang
Tabelle 9.5: Anzahl der untersuchten Euterhälften im Betrieb B zu den jeweiligen
Beprobungszeitpunkten
gesamt
Schafe
Ziegen
Impfgruppe s.c.
Impfgruppe i.z.
1
125
78
47
92
27
2
125
78
47
92
27
3
125
78
47
92
27
4
125
78
47
92
27
5
101
54
47
80
17
6
101
54
47
80
17
7
90
48
42
68
18
8
84
42
42
62
20
Tabelle 9.6 zeigt den S. aureus-Status der Tiere, die den Betrieb zur Schlachtung
verließen oder verendeten, zum Zeitpunkt ihres Abgangs.
Tabelle 9.6: S. aureus-Status und Zeitpunkt des Abgangs von Tieren (Euterhälften)
durch Schlachtung oder Verenden im Betrieb B
Zeitpunkt*
1/2
2/3
3/4
4/5
5/6
6/7
7/8
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
0
0
0
0
0
0
1
11
0
0
0
6
0
4
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
0
0
0
0
0
0
1
23
0
0
0
11
0
8
*Gemeint ist hier der Zeitraum zwischen den jeweiligen Beprobungszeitpunkten, d.h.
der Abgang eines Tieres zum Zeitpunkt 1/2 erfolgte im Zeitraum zwischen der
Erstimpfung und dem Beprobungszeitpunkt 2.
166
Anhang
9.2 Tabellen zu S. aureus-Prävalenzen
9.2.1 Betrieb A
9.2.1.1 Gesamtbestand
Tabelle 9.7: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie
Euterhälften des Betriebes A zu den jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung
ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Tiere
Zeitpunkte
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
3 (5,1%)
56 (94,9%)
2
14 (23,7%)
45 (76,3%)
3 (2.Impfung)
2 (3,4%)
57 (96,6%)
4
2 (3,4%)
57 (96,6%)
5
2 (3,4%)
57 (96,6%)
6
1 (1,7%)
58 (98,3%)
7
2 (3,4%)
57 (96,6%)
8 (Lammung)
3 (5,1%)
56 (94,9%)
9
9 (15,3%)
50 (84,7%)
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
3 (2,5%)
115 (97,5%)
15 (12,7%)
103 (87,3%)
2 (1,7%)
116 (98,3%)
2 (1,7%)
116 (98,3%)
2 (1,7%)
116 (98,3%)
1 (0,9%)
117 (99,1%)
2 (1,7%)
116 (98,3%)
3 (2,5%)
115 (97,5%)
10 (8,5%)
108 (91,5%)
Tabelle 9.8: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie
Euterhälften des Betriebes A zu den verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller
zum jeweiligen Zeitpunkt im Bestand befindlichen Tiere
Zeitpunkte
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
4 (5,8%)
65 (94,2%)
2
19 (27,1%)
51 (72,9%)
3 (2.Impfung)
5 (7,0%)
66 (93,0%)
4
5 (7,3%)
64 (92,7%)
5
5 (7,3%)
64 (92,7%)
6
3 (4,4%)
65 (95,6%)
7
4 (5,9%)
64 (94,1%)
8 (Lammung)
4 (5,1%)
75 (94,9%)
9
10 (12,8%)
68 (87,2%)
167
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
4 (2,9%)
134 (97,1%)
21 (15,0%)
119 (85,0%)
6 (4,3%)
135 (95,7%)
7 (5,2%)
129 (94,8%)
6 (4,4%)
130 (95,6%)
4 (3,0%)
130 (97,0%)
5 (3,7%)
129 (96,3%)
5 (3,2%)
151 (96,8%)
12 (7,8%)
142 (92,2%)
Anhang
9.2.1.2 Impfgruppe s.c.
Tabelle 9.9: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie
Euterhälften der Impfgruppe s.c. des Betriebes A zu den jeweiligen Zeitpunkten bei
Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Tiere
Zeitpunkte
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
1 (2,1%)
47 (97,9%)
2
12 (25,0%)
36 (75,0%)
3 (2.Impfung)
0 (0,0%)
48 (100,0%)
4
0 (0,0%)
48 (100,0%)
5
0 (0,0%)
48 (100,0%)
6
0 (0,0%)
48 (100,0%)
7
0 (0,0%)
48 (100,0%)
8 (Lammung)
1 (2,1%)
47 (97,9%)
9
4 (3,4%)
44 (96,6%)
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1,0%)
95 (99,0%)
13 (13,5%)
83 (86,5%)
0 (0,0%)
96 (100,0%)
0 (0,0%)
96 (100,0%)
0 (0,0%)
96 (100,0%)
0 (0,0%)
96 (100,0%)
0 (0,0%)
96 (100,0%)
1 (1,0%)
95 (99,0%)
4 (4,2%)
92 (95,8%)
Tabelle 9.10: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie
Euterhälften der Impfgruppe s.c. des Betriebes A zu den verschiedenen Zeitpunkten
bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe s.c. angehörenden Tiere
Zeitpunkte
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
2 (3,7%)
52 (96,3%)
2
16 (29,1%)
39 (70,9%)
3 (2.Impfung)
1 (1,8%)
55 (98,2%)
4
1 (1,8%)
55 (98,2%)
5
1 (1,8%)
55 (98,2%)
6
1 (1,8%)
55 (98,2%)
7
1 (1,8%)
55 (98,2%)
8 (Lammung)
2 (2,9%)
66 (97,1%)
9
5 (7,5%)
62 (92,5%)
168
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
2 (1,9%)
106 (98,1%)
17 (15,5%)
93 (84,5%)
1 (0,9%)
110 (99,1%)
2 (1,8%)
108 (98,2%)
2 (1,8%)
108 (98,2%)
2 (1,8%)
108 (98,2%)
2 (1,8%)
108 (98,2%)
3 (2,2%)
131 (97,8%)
6 (4,5%)
126 (95,5%)
Anhang
9.2.1.3 Impfgruppe i.z.
Tabelle 9.11: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie
Euterhälften der Impfgruppe i.z. des Betriebes A zu den jeweiligen Zeitpunkten bei
Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Tiere
Zeitpunkte
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
2 (18,2%)
9 (81,8%)
2
2 (18,2%)
9 (81,8%)
3 (2.Impfung)
2 (18,2%)
9 (81,8%)
4
2 (18,2%)
9 (81,8%)
5
2 (18,2%)
9 (81,8%)
6
1 (9,1%)
10 (90,9%)
7
2 (18,2%)
9 (81,8%)
8 (Lammung)
2 (18,2%)
9 (81,8%)
9
5 (45,5%)
6 (54,5%)
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
2 (9,1%)
20 (90,9%)
2 (9,1%)
20 (90,9%)
2 (9,1%)
20 (90,9%)
2 (9,1%)
20 (90,9%)
2 (9,1%)
20 (90,9%)
1 (4,5%)
21 (95,5%)
2 (9,1%)
20 (90,9%)
2 (9,1%)
20 (90,9%)
6 (27,3%)
17 (72,7%)
Tabelle 9.12: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie
Euterhälften der Impfgruppe i.z. des Betriebes A zu den verschiedenen Zeitpunkten
bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe i.z. angehörenden Tiere
Zeitpunkte
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
2 (13,3%)
13 (86,7%)
2
3 (20,0%)
12 (80,0%)
3 (2.Impfung)
4 (26,7%)
11 (73,3%)
4
4 (30,8%)
9 (69,2%)
5
4 (30,8%)
9 (69,2%)
6
2 (16,7%)
10 (83,3%)
7
3 (25,0%)
9 (75,0%)
8 (Lammung)
2 (18,2%)
9 (81,8%)
9
5 (45,5%)
6 (54,5%)
169
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
2 (6,7%)
28 (93,3%)
4 (13,3%)
26 (86,7%)
5 (16,7%)
25 (83,3%)
5 (19,2%)
21 (80,7%)
4 (15,4%)
22 (84,6%)
2 (8,3%)
22 (91,7%)
3 (12,5%)
21 (87,5%)
2 (9,1%)
20 (90,9%)
6 (27,3%)
16 (72,7%)
Anhang
9.2.2 Betrieb B
9.2.2.1 Gesamtbestand
Tabelle 9.13: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie
Euterhälften des Betriebes B zu den jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung
ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Tiere
Zeitpunkte
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
9 (23,1%)
30 (76,9%)
2
4 (10,3%)
35 (89,7%)
3 (2.Impfung)
7 (18,0%)
32 (82,0%)
4
4 (10,3%)
35 (89,7%)
5
2 (5,1%)
37 (94,9%)
6
2 (5,1%)
37 (94,9%)
7 (Lammung)
2 (5,1%)
37 (94,9%)
8
2 (5,1%)
37 (94,9%)
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
9 (11,5%)
69 (88,5%)
4 (5,1%)
74 (94,9%)
8 (10,3%)
70 (89,7%)
5 (6,4%)
73 (93,6%)
2 (2,6%)
76 (97,4%)
2 (2,6%)
76 (97,4%)
2 (2,6%)
76 (97,4%)
3 (3,9%)
75 (96,1%)
Tabelle 9.14: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie
Euterhälften des Betriebes B zu den verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller
zum jeweiligen Zeitpunkt im Bestand befindlichen Tiere
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
14 (22,2%)
49 (77,8%)
2
5 (7,9%)
58 (92,1%)
3 (2.Impfung)
13 (20,6%)
50 (79,4%)
4
5 (7,9%)
58 (92,1%)
5
2 (3,9%)
49 (96,1%)
6
3 (5,9%)
48 (94,1%)
7 (Lammung)
2 (4,4%)
43 (95,6%)
8
2 (4,8%)
40 (95,2%)
Zeitpunkte
170
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
14 (11,2%)
111 (88,8%)
5 (4,0%)
120 (96,0%)
15 (12,0%)
110 (88,0%)
6 (4,8%)
119 (95,2%)
2 (2,0%)
99 (98,0%)
4 (4,0%)
97 (96,0%)
2 (2,2%)
88 (97,8%)
3 (3,6%)
81 (96,4%)
Anhang
9.2.2.2 Impfgruppe s.c.
Tabelle 9.15: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie
Euterhälften der Impfgruppe s.c. des Betriebes B zu den jeweiligen Zeitpunkten bei
Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Tiere
Zeitpunkte
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
5 (16,7%)
25 (83,3%)
2
2 (6,7%)
28 (93,3%)
3 (2.Impfung)
4 (13,3%)
26 (86,7%)
4
2 (6,7%)
28 (93,3%)
5
1 (3,3%)
29 (96,7%)
6
1 (3,3%)
29 (96,7%)
7 (Lammung)
1 (3,3%)
29 (96,7%)
8
1 (3,3%)
29 (96,7%)
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
5 (8,3%)
55 (91,7%)
2 (3,3%)
58 (96,7%)
5 (8,3%)
55 (91,7%)
2 (3,3%)
58 (96,7%)
1 (1,7%)
59 (98,3%)
1 (1,7%)
59 (98,3%)
1 (1,7%)
59 (98,3%)
1 (1,7%)
59 (98,3%)
Tabelle 9.16: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie
Euterhälften der Impfgruppe s.c. des Betriebes B zu den verschiedenen Zeitpunkten
bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe s.c. angehörenden Tiere
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
8 (17,4%)
38 (82,6%)
2
3 (6,5%)
43 (93,5%)
3 (2.Impfung)
7 (15,2%)
39 (84,8%)
4
2 (4,4%)
44 (95,6%)
5
1 (2,5%)
39 (97,5%)
6
2 (5,0%)
38 (95,0%)
7 (Lammung)
1 (2,9%)
33 (97,1%)
8
1 (3,2%)
30 (96,8%)
Zeitpunkte
171
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
8 (8,7%)
84 (91,3%)
3 (3,3%)
89 (96,7%)
8 (8,7%)
84 (91,3%)
2 (2,2%)
90 (97,8%)
1 (1,3%)
79 (98,7%)
3 (3,8%)
77 (96,2%)
1 (1,5%)
67 (98,5%)
1 (1,6%)
61 (98,4%)
Anhang
9.2.2.3 Impfgruppe i.z.
Tabelle 9.17: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie
Euterhälften der Impfgruppe i.z. des Betriebes B zu den jeweiligen Zeitpunkten bei
Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Tiere
Zeitpunkte
Anzahl Tiere
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg. S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
4 (50,0%)
4 (50,0%)
4 (25,0%)
12 (75,0%)
2
2 (25,0%)
6 (75,0%)
2 (12,5%)
14 (87,5%)
3 (2.Impfung)
3 (37,5%)
5 (62,5%)
3 (18,8%)
13 (81,2%)
4
2 (25,0%)
6 (75,0%)
3 (18,8%)
13 (81,2%)
5
1 (12,5%)
7 (87,5%)
1 (6,3%)
15 (93,7%)
6
1 (12,5%)
7 (87,5%)
1 (6,3%)
15 (93,7%)
7 (Lammung)
1 (12,5%)
7 (87,5%)
1 (6,3%)
15 (93,7%)
8
1 (12,5%)
7 (87,5%)
2 (12,5%)
14 (87,5%)
Tabelle 9.18: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie
Euterhälften der Impfgruppe i.z. des Betriebes B zu den verschiedenen Zeitpunkten
bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe i.z. angehörenden Tiere
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
5 (35,7%)
9 (64,3%)
2
2 (14,3%)
12 (85,7%)
3 (2.Impfung)
5 (35,7%)
9 (64,3%)
4
3 (21,4%)
11 (78,6%)
5
1 (11,1%)
8 (88,9%)
6
1 (11,1%)
8 (88,9%)
7 (Lammung)
1 (11,1%)
8 (88,9%)
8
1 (10,0%)
9 (90,0%)
Zeitpunkte
172
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
5 (18,5%)
22 (81,5%)
2 (7,4%)
25 (92,6%)
5 (18,5%)
22 (81,5%)
4 (14,8%)
23 (85,2%)
1 (5,9%)
16 (94,1%)
1 (5,9%)
16 (94,1%)
1 (5,6%)
17 (94,4%)
2 (10,0%)
18 (90,0%)
Anhang
9.2.2.4 Schafe
Tabelle 9.19: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Schafe
sowie deren Euterhälften im Betrieb B zu den jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung
ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Schafe
Zeitpunkte
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
4 (22,2%)
14 (77,8%)
2
1 (5,6%)
17 (94,4%)
3 (2.Impfung)
2 (11,1%)
16 (88,9%)
4
1 (5,6%)
17 (94,4%)
5
0 (0,0%)
18 (100,0%)
6
2 (11,1%)
16 (88,9%)
7 (Lammung)
0 (0,0%)
18 (100,0%)
8
0 (0,0%)
18 (100,0%)
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
4 (11,1%)
32 (88,9%)
1 (2,8%)
35 (97,2%)
2 (5,6%)
34 (94,4%)
1 (2,8%)
35 (97,2%)
0 (0,0%)
36 (100,0%)
2 (5,6%)
34 (94,4%)
0 (0,0%)
36 (100,0%)
0 (0,0%)
36 (100,0%)
Tabelle 9.20: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Schafe
sowie deren Euterhälften im Betrieb B zu den verschiedenen Zeitpunkten bei
Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Bestand vorhandenen Schafe
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
9 (23,1%)
30 (76,9%)
2
2 (5,1%)
37 (94,9%)
3 (2.Impfung)
8 (20,5%)
31 (79,5%)
4
2 (5,1%)
37 (94,9%)
5
0 (0,0%)
27 (100,0%)
6
3 (11,1%)
24 (88,9%)
7 (Lammung)
0 (0,0%)
24 (100,0%)
8
0 (0,0%)
21 (100,0%)
Zeitpunkte
173
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
9 (11,5%)
69 (88,5%)
2 (2,6%)
76 (97,4%)
9 (11,5%)
69 (88,4%)
2 (2,6%)
76 (97,4%)
0 (0,0%)
54 (100,0%)
4 (7,4%)
50 (92,6%)
0 (0,0%)
48 (100,0%)
0 (0,0%)
42 (100,0%)
Anhang
9.2.2.5 Ziegen
Tabelle 9.21: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Ziegen
sowie deren Euterhälften im Betrieb B zu den jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung
ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Ziegen
Zeitpunkte
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
5 (23,8%)
16 (76,2%)
2
3 (14,3%)
18 (85,7%)
3 (2.Impfung)
5 (23,8%)
16 (76,2%)
4
3 (14,3%)
18 (85,7%)
5
2 (9,5%)
19 (90,5%)
6
0 (0,0%)
21 (100,0%)
7 (Lammung)
2 (9,5%)
19 (90,5%)
8
2 (9,5%)
19 (90,5%)
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
5 (11,9%)
37 (88,1%)
3 (7,1%)
39 (92,9%)
6 (14,3%)
36 (85,7%)
4 (9,5%)
38 (90,5%)
2 (4,8%)
40 (95,2%)
0 (0,0%)
42 (100,0%)
2 (4,8%)
40 (95,2%)
3 (7,1%)
39 (92,9%)
Tabelle 9.22: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Ziegen
sowie deren Euterhälften im Betrieb B zu den verschiedenen Zeitpunkten bei
Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Bestand vorhandenen Ziegen
Anzahl Tiere
S.aureus pos. S.aureus neg.
1 (1.Impfung)
5 (20,8%)
19 (79,2%)
2
3 (12,5%)
21 (87,5%)
3 (2.Impfung)
5 (20,8%)
19 (79,2%)
4
3 (12,5%)
21 (87,5%)
5
2 (8,3%)
22 (91,7%)
6
0 (0,0%)
24 (100,0%)
7 (Lammung)
2 (9,5%)
19 (90,5%)
8
2 (9,5%)
19 (90,5%)
Zeitpunkte
174
Anzahl Euterhälften
S.aureus pos. S.aureus neg.
5 (10,6%)
42 (89,4%)
3 (6,4%)
44 (93,6%)
6 (12,8%)
41 (87,2%)
4 (8,5%)
43 (91,5%)
2 (4,3%)
45 (95,7%)
0 (0,0%)
47 (100,0%)
2 (4,8%)
40 (95,2%)
3 (7,1%)
39 (92,9%)
Anhang
9.3 Tabellen zu somatischen Zellgehalten und CMT-Werten
9.3.1 Betrieb A
9.3.1.1 Gesamtbestand
Tabelle 9.23: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der
somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4) bzw. der CMT-Werte
(Zeitpunkt 5 bis 9) der Milch aller Tiere des Betriebes A
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7
8 (Lammung)
9
Median
940
737
368
658
3,0
2,5
2,5
0,5
1,5
Oberes Quartil Unteres Quartil
1621,3
535,75
1668
311
999,5
194
1323,5
239,25
3,0
2,5
3,0
2,0
3,0
1,0
2,0
0,0
2,5
0,5
Maximum
5283
4173
7113
5991
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
Minimum
45
14
13
43
0,0
0,0
0,0
0,0
0,0
9.3.1.2 Impfgruppe s.c.
Tabelle 9.24: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der
somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4) bzw. der CMT-Werte
(Zeitpunkt 5 bis 9) der Milch in der Impfgruppe s.c. des Betriebes A
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7
8 (Lammung)
9
Median
938
737
307,5
723
3,0
2,5
2,5
0,5
1,0
Oberes Quartil Unteres Quartil
1553
547,75
1545,5
316,5
737
139,25
1290
193
3,0
2,5
3,0
2,0
3,0
1,0
1,5
0,0
2,0
0,5
175
Maximum
5283
4173
4967
5991
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
Minimum
71
14
13
43
0,0
0,0
0,0
0,0
0,0
Anhang
9.3.1.3 Impfgruppe i.z.
Tabelle 9.25: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der
somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4) bzw. der CMT-Werte
(Zeitpunkt 5 bis 9) der Milch in der Impfgruppe i.z. des Betriebes A
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7
8 (Lammung)
9
Median
1029,5
761
1459,5
534
3,0
3,0
2,5
0,3
2,5
Oberes Quartil Unteres Quartil
1715,75
332,25
2541
208
2695
887
3664
305,25
3,0
2,125
3,0
2,125
3,0
2,0
2,0
0,0
3,0
1,5
Maximum
3588
3875
7113
5552
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
Minimum
45
69
178
169
1,0
0,5
0,0
0,0
0,0
9.3.1.4 S. aureus-negative Milchproben
Tabelle 9.26: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der
somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4) bzw. der CMT-Werte
(Zeitpunkt 5 bis 9) der S. aureus-negativen Milchproben des Betriebes A
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7
8 (Lammung)
9
Median
940
709
372
610
3,0
2,5
2,5
0,5
1,3
Oberes Quartil Unteres Quartil
1690,25
501,75
1601,75
284,5
953
188
1327
255
3,0
2,5
3,0
2,0
3,0
1,0
2,0
0,0
2,0
0,5
176
Maximum
5283
4173
7210
5991
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
Minimum
45
14
13
43
0,0
0,0
0,0
0,0
0,0
Anhang
9.3.1.5 S. aureus-positive Milchproben
Tabelle 9.27: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der
somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4) bzw. der CMT-Werte
(Zeitpunkt 5 bis 9) der S. aureus-positiven Milchproben des Betriebes A
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7
8 (Lammung)
9
Median
1042,5
1174
1221
2680
3,0
3,0
3,0
1,0
3,0
Oberes Quartil Unteres Quartil
2261,75
595,5
2378
1025
1512,25
944,75
3877,5
2232,5
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
2,0
1,0
3,0
2,0
Maximum
4862
5125
1557
4968
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
Minimum
312
153
901
558
3,0
3,0
3,0
0,5
0,0
9.3.2 Betrieb B
9.3.2.1 Gesamtbestand
Tabelle 9.28: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der
somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw. der CMT-Werte
(Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch aller Tiere des Betriebes B
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7 (Lammung)
8
Median
50
149
101,5
1,0
1,0
1,0
0,25
0,0
Oberes Quartil Unteres Quartil
101
26,25
630
74,5
192,5
71,75
3,0
0,0
3,0
0,0
3,0
0,5
1,125
0,0
0,5
0,0
177
Maximum
4046
5723
4901
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
Minimum
1
33
26
0,0
0,0
0,0
0,0
0,0
Anhang
9.3.2.2 Impfgruppe s.c.
Tabelle 9.29: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der
somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw. der CMT-Werte
(Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch in der Impfgruppe s.c. des Betriebes B
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7 (Lammung)
8
Median
47
130
97,5
1,0
0,5
1,0
0,5
0,0
Oberes Quartil Unteres Quartil
101
21,25
450
72,25
181,25
70,25
3,0
0,0
3,0
0,0
3,0
0,5
1,0
0,0
0,5
0,0
Maximum
4046
5723
3454
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
Minimum
1
33
26
0,0
0,0
0,0
0,0
0,0
9.3.2.3 Impfgruppe i.z.
Tabelle 9.30: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der
somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw. der CMT-Werte
(Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch in der Impfgruppe i.z. des Betriebes B
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7 (Lammung)
8
Median
63
275,5
139,5
1,0
1,25
2,0
0,0
0,5
Oberes Quartil Unteres Quartil
279,25
37,75
1103,75
87
419,25
96,25
3,0
0,375
3,0
0,5
3,0
1,0
2,625
0,0
1,0
0,0
178
Maximum
811
3989
4901
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
Minimum
13
46
65
0,0
0,0
0,0
0,0
0,0
Anhang
9.3.2.4 Schafe
Tabelle 9.31: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der
somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw. der CMT-Werte
(Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch der Schafe des Betriebes B
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7 (Lammung)
8
Median
67
85
95
0,0
0,5
0,5
0,0
0,0
Oberes Quartil Unteres Quartil
101
46
178,25
48,75
141,75
76,5
1,0
0,0
1,0
0,0
1,5
0,5
0,0
0,0
0,375
0,0
Maximum
4046
3371
4901
3,0
3,0
3,0
3,0
2,0
Minimum
19
33
43
0,0
0,0
0,0
0,0
0,0
9.3.2.5 Ziegen
Tabelle 9.32: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der
somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw. der CMT-Werte
(Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch der Ziegen des Betriebes B
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7 (Lammung)
8
Median
28,5
279,5
111
3,0
2,25
2,25
1,0
0,0
Oberes Quartil Unteres Quartil
99,25
13
881,75
138,75
225,75
59,25
3,0
1,0
3,0
0,5
3,0
0,5
1,5
0,0
1,0
0,0
179
Maximum
811
5723
1817
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
Minimum
1
54
26
0,0
0,0
0,0
0,0
0,0
Anhang
9.3.2.6 S. aureus-negative Milchproben
Tabelle 9.33: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der
somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw. der CMT-Werte
(Zeitpunkt 4 bis 8) der S. aureus-negativen Milchproben des Betriebes B
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7 (Lammung)
8
Median
51
114,5
96
1,0
1,0
1,0
0,0
0,0
Oberes Quartil Unteres Quartil
103,5
27,75
457,25
62,75
222
62
2,5
0,0
3,0
0,0
3,0
0,5
1,0
0,0
0,5
0,0
Maximum
4437
6874
5462
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
Minimum
2
29
26
0,0
0,0
0,0
0,0
0,0
9.3.2.7 S. aureus-positive Milchproben
Tabelle 9.34: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der
somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw. der CMT-Werte
(Zeitpunkt 4 bis 8) der S. aureus-positiven Milchproben des Betriebes B
Zeitpunkte
1 (1.Impfung)
2
3 (2.Impfung)
4
5
6
7 (Lammung)
8
Median
67,5
1355
105
3,0
3,0
2,0
3,0
3,0
Oberes Quartil Unteres Quartil
355
45,25
3973
1268
158
86,5
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
0,75
3,0
3,0
3,0
3,0
180
Maximum
811
5723
1817
3,0
3,0
3,0
3,0
3,0
Minimum
1
92
27
0,0
3,0
0,0
3,0
3,0
Danksagung
Danke…
…Herrn Prof. Dr. M. Ganter, für die Kreation und Überlassung des Themas,
Beratung und Hilfestellung bei Problemen sowie für den Telefonjoker beim
Auftauchen mysteriöser Krankheiten in den Versuchsbetrieben.
…den MitarbeiterInnen des Milchlabors im Institut für Lebensmittelqualität und
-sicherheit der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, für die Bestimmung des
somatischen
Zellgehalts
und
die
kulturelle
Untersuchung
unendlich
vieler
Milchproben, für die Durchführung der Resistenztests sowie für die schnelle
Übermittlung der Ergebnisse und Hilfestellung bei weiteren labortechnischen Fragen
und Problemen.
…der Fa. WDT in Garbsen und insbesondere den MitarbeiterInnen des Serumwerks
Memsen für die kostenlose Herstellung der stallspezifischen Vakzinen, Bereitstellung
der Isolate und für zahlreiche nette Telefonate.
…Herrn Dr. S. Monecke, Institut für Mikrobiologie und Hygiene der Medizinischen
Fakultät Carl Gustav Carus der TU Dresden sowie Herrn Dr. H. Hotzel, FriedrichLöffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit in Jena, für die
Typisierung der S. aureus-Isolate mittels Microarray und die schnelle Übermittlung
der Ergebnisse.
…den BetriebsleiterInnen und MitarbeiterInnen der Betriebe, in denen dieser
Versuch durchgeführt wurde, für Ihre Kooperation und Geduld, wenn sich die Dauer
einer Melkzeit mal wieder verdoppelte oder gar verdreifachte.
…Frau V. Dziadek aus dem Labor der Klinik für kleine Klauentiere, für die nette und
gründliche Einweisung in die Geheimnisse der PCR.
181
Danksagung
…den TierärztInnen der Klinik für kleine Klauentiere, für die unkomplizierte und
immer lustige Zusammenarbeit, die Betreuung von Skèttla und Micheline sowie
deren Lämmern und für die vielen netten Kaffee- bzw. Tee- und Kekspausen.
…den TierpflegerInnen der Klinik für kleine Klauentiere, für die Betreuung und
insbesondere das Melken von Skèttla und Micheline.
…meinen MitdoktorandInnen, insbesondere Christina Schleifer und Dina Rittershaus,
für viel geteiltes Leid, reichlich Hilfestellung, Tipps und Tricks am Computer, ständige
gute Laune, schmackhafte Snacks und Entertainment im Doktorandenzimmer. Ein
besonderer Dank geht an Christina, für das Einspringen in Visite, Morgenbehandlung
oder Übungen bei „Personenschäden“ oder „defekten Triebwagen“.
…allen bisher nicht genannten MitarbeiterInnen der Klinik für kleine Klauentiere, für
ständige Hilfsbereitschaft, eine super Arbeitsatmosphäre und eine ganz tolle Zeit.
…meinen Eltern, für die andauernde finanzielle Unterstützung und dafür, dass Ihr
mich noch so lange zu Hause ertragen habt.
… meinem Freund Frank, für die Geduld und moralische Unterstützung und den
Glauben daran, dass ich irgendwann doch mal Geld verdienen werde.
…allen, die mich bei Probennahmen und Impfungen in den Betrieben unterstützt
haben.
182