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E1a Biochemische Keimprüfung
Einleitung:
Die Definitionen für die Keimung sind, dass die Radicula durch die Samenschale bricht
(Testa) oder dass Reduktionsakivität im Samen nachgewiesen werden kann. Die Definition
nach der Radicula ist nur bedingt zuverlässig, da nicht alle Samen gleichzeitig keimen und es
dadurch zu ungenauen Ergebnissen kommen kann. Als Test auf Reduktionsaktivität wird als
Reduktionsäquivalent farbloses, wasserlösliches TTC (Triphenyltetrazoliumchlorid)
zugesetzt. Dieses wird über die pflanzlichen Dehydrogenasen mit NADH+H+ zur rot
gefärbten, wasserunlöslichen Triphenylformazan-Form reduziert. Dadurch sind lebende
Zellen (da sie immer Reduktionsaktivität aufweisen) rot gefärbt.
Material, Methoden:
Versuch wurde wie im Skript beschrieben ausgeführt.
Ergebnisse:
Ea1: Scutellum und Embryo der Maiskörner färben sich rot.
Ea2: Embryo und Aleuronschicht der Weizenkörner färben sich rot, das Endosperm bleibt
farblos.
Diskussion:
Ea1: Die lebenden, reduktionsauweisende Gewebe werden durch TTC rot gefärbt. Die
dadurch ermittelte Keimfähigkeit lag bei 33 von 50 Samen, also bei 66%.
Ea2: Außer Embryo und Scutellum ist auch die Aleuronschicht als lebendes Gewebe
identifiziert, das Endosperm ist nicht gefärbt, also tot. Die Aleuronschicht schüttet bei der
Keimung die notwendigen Enzyme in das tote Endosperm aus.
Literaturhinweise:
Pflanzenphys.skript
E1b Induktion der α-Amylase durch Gibberellinsäure
Einleitung:
Bei der Keimung sendet der Embryo das Phytohormon Gibberellinsäure in die Aleuronschicht
aus. Diese induziert durch mRNA-Bildung eine Synthese von Phosphorylasen, Lipidasen,
Nucleasen, Proteasen und vor allem Hydrolasen wie die α-Amylase oder die β-Amylase,
welche die Stärke (Amylose und Amylopectin) mit Hilfe der Maltose zu Glucose abbauen.
Die Enzyme dringen in das Endosperm ein, bauen die dort gelagerten Reservestoffe ab und
führen sie dem Embryo zu.
Durch Cycloheximidin wird die Proteinbiosynthese gehemmt, es kommt zu keiner Bildung
von abbauenden Enzymen.
Material, Methoden:
Versuch wurde wie im Skript beschrieben ausgeführt.
Ergebnisse:
E1b-1: Das Reagenzglas mit der Stärke und Wasser zeigt einen positiven Stärkenachweis
(blau) mit Jod, das Reagenzglas mit Stärke und Darmalz zeigt einen negativen
Stärkenachweis mit Jod (braun). Die anschließende Fehlingprobe ergab ein negatives
Ergebnis bei Stärke+Wasser (blaufärbung) und eine deutliche, unheimlich intensive, und
außergewöhnlich aussagekräftige Farbreaktion (die Lösung war rot).
E1b-2:
-In Medium 1 mit Embryo kam es zu einem Abbau des Nährbodens, erkennbar an den großen,
hell verfärbten Höfen um die Samenhälften.
-In Medium 1 ohne Embryo kam es zu einem sehr geringen Abbau des Nährbodens,
erkennbar an den sehr kleinen, leicht verfärbten Höfen um die Samenhälften.
-In Medium 2 (mit Gibberellinsäure) kam es zu einem Abbau des Nährbodens um die Samen
herum, trotz dem Fehlen der Embryos.
-In Medium 3 (mit Gibberellinsäure und Cycloheximidin) kam es zu fast keinem Abbau des
Nährbodens um die embryolosen Samenhälften herum.
Diskussion:
E1b-1:Beim Jodtest lagern sich die Jodmoleküle in der Struktur der spiralförmigen Stärke ein.
Dies verändert die Lichtbrechung, die Stärke erscheint blau. Die im Darmalz enthaltene αAmylase setzt die Stärke zu Glucose um, dadurch kann es zu keiner Reaktion mit Jod
kommen. Beim Fehlingtest wird die Aldehyd-Gruppe der offenen Form von Glucose zur
Zuckersäure oxidiert. Dabei wird Cu2+ zu Cu1+ reduziert, es bildet sich rotes Kupferoxid (bei
diesem Versuch sehr schön zu sehen). Stärke kann mangels einer Aldehyd-Gruppe (Vollketal)
nicht mit dem Kupfer der Fehling-Lösung reagieren, die Lösung bleibt blau.
Halbketale Zucker (Monossacharide wie Glucose, Fructose usw) haben die Möglichkeit, sich
zur offenen Form mit Aldehyd-Gruppe umzuwandeln, die mit Kupfer reagiert. Aldosen
besitzen in ihrer Grundstruktur diese Aldehyd-Gruppe, Ketosen können sich über die Loby de
Bruyn van Eckenstein-Umlagerung zu Aldosen umwandeln. Polysaccharide besitzen als
Vollketale nicht mehr die Möglichkeit sich zur offenen Form umzuwandeln.
Gruppe 6, E1b-2 Disskusion:
Bei der Keimung wandert die Gibberellinsäure vom Embryo zur Aleuronschicht und aktiviert
dort die Synthese von u.a. stärkeabbauenden Enzymen (α-Amylase). Diese wandern in das
Endosperm und setzen dort die Reservestärke zu Maltose um, welche von weiteren Enzymen
(Maltasen) Kohlenhydraten umgesetzt werden, welche vom Embryo genutzt werden können.
In Medium 1 mit Embryo aktivierte die Gibberellinsäure die Synthese der α-Amylase, welche
dann die Stärke im Nährboden um den Samen herum abbaute. Der Abbaubereich war im
durch Jod blaugefärbten Medium als heller Hof erkennbar.
In Medium 1 ohne Embryo kam es trotz fehlen des Embryos zu einem schwachen
Stärkeabbau. Dies deutet auf das Vorhandensein von stärkeabbauenden Enzymen in der
embryofreien Samenhälfte hin.Wahrscheinlich gibt es ein kleinen Teil von Enzymen, der
schon vor der Gibberellin-Aktivierung im Samen in einer inaktiven Form vorliegt und durch
das Quellen aktiviert wird.
In Medium 2 wurde das endogen gebildete durch exogen zugesetzte Gibberellinsäure ersetzt.
Der Stärkeabbau im Nährboden beweist, dass auch durch künstlich zugesetzte
Gibberellinsäure die Aktivierung der α-Amylase-Synthese in der Aleuronschicht induziert
werden kann.
In Medium 3 wurde der Proteinbiosynthesen-Hemmstoff Cycloheximid zugesetzt. Dadurch
wurde die von Gibberellinsäure angeregte α-Amylasen-Synthese gehemmt. Der sehr geringe
Nährbodenabbau lässt sich wahrscheinlich auf das schon erwähnte Vorhandensein von
wenigen stärkeabbauenden Enzymen zurückführen.
Literatur:
Pflanzenphys.skript
E1c: Modellversuch zur Hemmung der Samenkeimung in fleischigen Früchten
Einleitung:
In fleischigen Früchten verhindern Hemmstoffe (insbesondere Abscisinsäure) und oft ein
hoher osmotische Wert im Außenmedium ein vorzeitiges Keimen der Samen in den Früchten.
ABS wirkt in geringer Konzentration keimungshemmend, der hohe osmotische Wert des
Außenmediums verhinder eine Wasseraufnahme des Keimes. Als keimungshemmend wirkt
sich von mehreren Isomeren nur die (+)-ABS aus.
Material, Methoden:
Versuch wurde wie im Skript beschrieben ausgeführt.
Ergebnisse:
Am ersten Tag kommt es bei den mit H2O behandelten Samen zur Keimung. Die mit
Abscisinsäure behandelten Samen keimten ebenfalls, aber weniger ausgeprägt. Bei beiden
Zucker enthaltenden Lösungen kam es zu keiner Keimung.
Am zweiten Tag ergrünen die Keimlinge im Medium 1 (Wasser), sämtliche Samen sind
gekeimt. Im Medium 2 (Abscisinsäure) sind nun fast alle Samen gekeimt, die Anfänge einer
Chlorophyllsynthese in den Keimblättern ist erkennbar. In Medium 3 (Zucker) sind 1/3 der
Samen gekeimt, dies ist am Durchbruch der Radicula durch die Testa erkennbar. In Medium 4
(Zucker+ABS) sind nur wenige Samen gekeimt.
Am dritten Tag sind in Medium 1 und 2 grüne Kotyledonen erkennbar, in Medium 3 sind nun
fast alle Samen gekeimt. In Medium 4 ist weniger als die Hälfte gekeimt. Medium 3 und 4
befinden sich noch im Anfangsstadium der Keimung (Radiculadurchbruch).
Diskussion:
Im Kontrollmedium kam es zu einer vollständigen, statistisch abgesicherten Keimung. Nach 2
Tagen kam es zur Photosyntheseaktivität der Kotyledonen. Das Hypokotyl wurde ca 3cm lang
Der Hemmstoff Abscisinsäure löst im Samen eine Embryoruhe aus. In seiner geringen
Konzentration wirkte er teilweise keimverzögernd. Die Samen sind nach 2 Tagen alle
gekeimt, nach 3 Tagen nahmen die Kotyledonen Photosynthesetätigkeit auf. Das Hypokotyl
wurde ca 2cm lang.
Die Zuckerlösung entzieht dem Embryo durch ihren hohen osmotischen Wert das für die
Keimung benötigte Wasser. Dies wirkt sich auf den Embryo keimungsverzögernd aus, da die
Quellung und Aktivierung der Enzyme und Proteine so einen längeren Zeitraum benötigen.
Dies spiegelt sich in der anfangs geringen Keimungsrate und der sehr langsamen
Keimentwicklung. Am dritten Tag ist die durchgebrochene Radiculaspitze höchstens 3mm
groß.
Die Zucker-ABS-Lösung besitzt einen sehr effektiven, additiven Hemmeffekt auf den
Embryo. Erst am dritten Tag keimt ein nennenswerter Prozentsatz, die durchgebrochene
Radiculaspitze höchstens 1,7-2,2mm groß.
Literatur:
Pflanzenphys.skript
E1d Keimungshemmung durch Entfernen von Sauerstoff
Einleitung:
Samen benötigen zum Keimen Sauerstoff. In der Anfangsphase der Keimung wird Energie
über die Glykolyse (Gärung) gewonnen. Samen die in sauerstoffarmen Medium keimen (zB
Reis) besitzen eine besonders effektive Glykolyse. Mit einer Hydratisierung des Embryos
kommt es zu einer zunehmenden Aktivierung der Mitochondrien, und dadurch zu einem
höheren Sauerstoffverbrauch (Citratzyklus und Atmungskette). Reduktionsäquivalente
werden bis zur Bildung des Photosyntheseapparates über den Pentosephosphatzyklus gebildet.
Sobald die Radicula die Testa (Samenschale) durchbricht, können die Mitochondrien optimal
mit Sauerstoff versorgt werden. Bei mangelndem Sauerstoff kommt es zum Abbruch der
Keimung.
Material, Methoden:
Versuch wurde wie im Skript beschrieben ausgeführt.
Ergebnisse:
Im Kolben mit Wasser ist die Keimung der Samen deutlich zu erkennen, im Kolben ohne
Sauerstoff unterbleibt die Keimung vollständig.
Diskussion:
Sauerstoff ist eine der essentiellen Umweltbedingungen, die zur Keimung notwendig ist. Ein
fehlen des Sauerstoffs führt zu einer völligen Keimungshemmung. Weitere Faktoren die die
Keimung auch hemmen könnten wären Wassermangel, Lichtmangel und ungünstige
Keimungstemperatur. Die Samen im Kontroll-Kolben keimen, da sämtliche Umweltfaktoren
optimal für eine Keimung sind.
Literatur:
Pflanzenphys.skript