Reizbarkeit von Mimosen und Kupferstress in Wasserpflanzen

KK Pflanzenphysiologie
Versuche „Reizbarkeit von Mimosen
und
Kupferstress in Wasserpflanzen
Pflanzen-Bewegungen
Endogene = autonome,
durch innere Vorgänge (z.B.
Alterung, Samenreifung,
Tagesperiodik)
hervorgerufene Bewegungen
Bewegungen eines
festsitzenden Organs
Tropismus: Gerichtete
Bewegung eines
festsitzenden Organs
Nastie: Ungerichtete
Bewegung eines
festsitzenden
Organs
induzierte = durch einen
Außenreiz hervorgerufene
Bewegungen
freie
Ortsbewegungen
Taxis: Gerichtete
freie Ortsbewegung
Kinesis: Ungerichtete
freie Ortsbewegung
Bewegungen der Mimose
1. Tagesperiodische autonome Bewegungen: Tags sind die Blätter geöffnet, nachts geschlossen
2. Induzierte Bewegungen:
• nach Berührung: Thigmonastie --> Reizung z.B. mit Pinsel oder Pinzette
• nach Verwundung: Traumatonastie --> Reizung z.B. mit Pinzette oder starke Reizung mit
Feuerzeug
• nach Erwärmung oder Abkühlung: Thermonastie (--> z.B. leichte Reizung mit Feuerzeug
oder Eis)
• nach starkem Blitzlicht: Photonastie
• nach chemischer Reizung: Chemonastie (z.B. Reizung mit Säuren)
• nach Erschütterung: Seismonastie
Mechanismus der Bewegungen der Mimose (I): Auslösung und
Weiterleitung der Aktionspotentiale
1. Leichter, nicht direkt
schädigender Reiz
v.a. elektrisches Aktionspotential,
vergleichbar mit tierischen
Nervenzellen, getragen v.a. durch
Chloridströme über der Membran der
Phloem-Siebzellen
Schnelle Ausbreitung und starke
Abschwächung mit zunehmender
Entfernung
2. Verwundung
v.a. chemisch-elektrisches
Aktionspotential, nicht vergleichbar
mit tierischen Nervenzellen, getragen
durch „Turgorine“
Langsame Ausbreitung, geringe
Abschwächung mit zunehmender
Entfernung
Mechanismus der Bewegungen der Mimose (II): Reaktionen der
Zielorte auf die Aktionspotentiale
• Wasser-Ausstrom aus Zellen der Blattgelenke (Pulvini) durch Öffnung
von Kalium- und Wasserkanälen --> Schließen und Absenken der Blätter
• Eventuell ist der Wasserausstrom primär durch Kontraktion von
Aktinfilamenten verursacht; Aktinphosphorylierung wurde in Mimosa bei
der Blattbewegung beobachtet.
• Vorübergehende Inaktivierung der Photosynthese nicht nur im direkt
gereizten Bereich des Blattes, sondern auch in allen Fiedern, deren
Pulvini reagieren
• Ausstrom von Saccharose aus dem Phloem, vermutlich als
Energieversorgung für die Rückkehr zum Grundzustand
• Wiederherstellung des Turgordrucks durch Schließen der Wasserkanäle, und aktiven
Wiederaufbau des Membranpotentials
• Kurz danach nur wenig erregbar (ähnlich tierischen Systemen)
Wichtige Hinweise zur Versuchsdurchführung: Mimosen
• Tische NICHT erschüttern!
• Für die stärkeren Reize (Pinzette und v.a. Feuerzeug!) möglichst frei
stehende Zweige aussuchen
• Alle im Skript beschriebenen Reizungen und Messungen durchführen (v1-v5,
v2‘), Erholungszeit, max. Strecke der Erregungsausdehnung)
• v=s/t
nur Schadstoff (z.B. Quecksilber)
Mikronährstoff (z.B. Kupfer)
hemmend
Effekt
förderlich
Die Dosis macht das Gift - auch bei Schwermetallen!
Konzentration
Der Mechanismus der Hemmung der photosynthetischen
Lichtreaktionen ist in Chlorophyta lichtabhängig
“Schatten-Reaktion”
Bei geringer Lichtintensität mit einer
Nachtphase ist der größte Teil der
Antennenchlorophylle (v.a. LHCII) der MgSubstitution zugänglich. Werden dabei
stabile Schwermetallchlorophylle wie z.B.
Kupferchlorophyll gebildet, bleiben die
Pflanzen auch nach ihrem Absterben
grün.
“Sonnen-Reaktion”
In hoher Lichtintensität ist dagegen nur ein
kleiner Anteil der Chlorophylle der MgSubstitution zugänglich, statt dessen
findet die Hemmung direkt im PSIIRC
statt. Der größte Anteil der Chlorophylle
bleicht im Zusammenhang mit der
Zerstörung des Photosyntheseapparates
aus.
Küpper H, Küpper F, Spiller M (1998) Photosynthesis Research 58, 125-33
Funktionsprinzip Sauerstoff-Elektrode
Schaltung:
Lichtsättigungskurve der Photosynthese
Photosyntheserate (µmol O2/mg Chl/h)
14
12
10
8
6
4
2
0
-2
0
100
200
300
Lichtintensität (W/m²)
400
500
600
In vivo UV/VISSpektroskopie
Wichtige Hinweise zur Versuchsdurchführung: Wasserpflanzen
• Beim Pipettieren Wasser vorlegen, dann Nährlösungskonzentrate hinein
(sonst Präzipitat-Bildung).
• Bei der Sauerstoffmessung: für JEDE Lichtintensität (incl. 0 = dunkel!)
konstante Steigung für min. 5 min messen, dazu auch
Temperaturgleichgewicht abwarten
• Nach der Sauerstoffmessung das Wiegen der Pflanzen nicht vergessen: es
soll Photosyntheserate pro Frischgewicht bestimmt werden...
• Bei der Spektroskopie auf möglichst lückenlose Anordnung der Blätter in der
Küvette (Blatthalter) achten
• Beim Auswerten der Spektren auf korrekten Dezimaltrennzeichen-Import
achten
• Lieber einmal mehr um Rat fragen als einmal zu wenig
Gutes Gelingen
und viel Spaß!