1 Einleitung - TiHo Bibliothek elib

Aus dem FB für Ernährungsphysiologie „Oskar Kellner“ des
Forschungsinstituts für die Biologie landwirtschaftlicher
Nutztiere (FBN), Dummerstorf
Eingereicht über das Physiologische Institut der
Tierärztlichen Hochschule Hannover
Quantifizierung des Proteinumsatzes von wachsenden Bullen
unter dem Einfluss einer Arginin-Infusion
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer
Doktorin der Veterinärmedizin
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von
Jana Heinze
aus Hannover
Hannover 2002
Wissenschaftliche Betreuung:
Univ.-Prof. Dr. G. Breves
Dr. habil. J. Voigt
1. Gutachter:
Univ.-Prof. Dr. G. Breves
2. Gutachter:
Univ.-Prof. Dr. G. Flachowsky
Tag der mündlichen Prüfung:
27.05.2002
Die Arbeit wurde durch die H. Wilhelm Schaumann Stiftung und die
Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.
Meinem Vater gewidmet.
Inhaltsverzeichnis
Inhaltsverzeichnis
Seite
Abkürzungen............................................................................................. IV
1
Einleitung................................................................................................... 1
2
Literaturübersicht ....................................................................................... 3
2.1
Proteinstoffwechsel beim Wiederkäuer...................................................... 3
2.1.1
Proteinabbau im Pansen ........................................................................... 3
2.1.2
Proteinsynthese im Pansen ....................................................................... 5
2.1.3
Endogene Proteine .................................................................................... 6
2.1.4
Postruminale Proteinverdauung und Absorption der Aminosäuren ........... 7
2.1.5
Postabsorptiver Aminosäurestoffwechsel .................................................. 9
2.2
Aminosäurebedarf der Wiederkäuer ........................................................ 10
2.2.1
Essentielle Aminosäuren ......................................................................... 11
2.2.2
Limitierende Aminosäuren ....................................................................... 12
2.3
Stoffwechsel der Aminosäure Arginin ...................................................... 15
2.3.1
Synthese.................................................................................................. 16
2.3.2
Absorption und Transport ........................................................................ 17
2.3.3
Bedarf an Arginin ..................................................................................... 18
2.3.4
Katabolismus ........................................................................................... 20
2.3.5
Metabolische Effekte von Arginin............................................................. 25
2.4
Zusammenfassung .................................................................................. 26
2.5
Schlussfolgerungen und Aufgabenstellung.............................................. 28
3
Material und Methoden ............................................................................ 30
3.1
Versuchstiere........................................................................................... 30
3.1.1
Versuchsanlage ....................................................................................... 32
3.1.2
Fütterung und Rationsgestaltung............................................................. 32
3.2
Infusionstechnik ....................................................................................... 34
3.3
Probenahme und Probenaufbereitung..................................................... 35
3.3.1
Probenahme von Futtermitteln, Kot und Harn ......................................... 36
3.3.2
Entnahme und Aufbereitung von Blutplasmaproben................................ 37
3.3.3
Leberbiopsie ............................................................................................ 37
3.4
Chemische Bestimmungsmethoden ........................................................ 38
3.5
Datenauswertung..................................................................................... 41
I
Inhaltsverzeichnis
3.5.1
N-Bilanz ................................................................................................... 41
3.5.2
Harnstoffumsatz....................................................................................... 41
3.6
Statistik .................................................................................................... 42
4
Ergebnisse............................................................................................... 44
4.1
Lebendmasse der Tiere während der Experimente ................................. 44
4.2
Untersuchungen zu Futteraufnahme und Exkretion................................. 45
4.2.1
Trockensubstanz- und Energieaufnahme ................................................ 45
4.2.2
Rohnährstoff-Aufnahme........................................................................... 46
4.2.3
Scheinbare Verdaulichkeit ....................................................................... 47
4.3
Stickstoff-Bilanz ....................................................................................... 50
4.4
Untersuchungen zum Harnstoff-Stoffwechsel.......................................... 52
4.4.1
Harnstoffumsatz....................................................................................... 52
4.4.2
Harnstoffspiegel im Plasma ..................................................................... 55
4.5
Freie Aminosäuren im Blutplasma ........................................................... 56
4.5.1
Freies Arginin im Plasma......................................................................... 58
4.6
Untersuchungen mit 15N-Arginin .............................................................. 61
4.7
Kreatiningehalt in Blutplasma und Harn................................................... 62
4.8
Aktivität des Enzyms Arginase im Lebergewebe ..................................... 63
4.9
Einfluss von Arginin auf Hormone und Glucose ...................................... 64
4.9.1
Insulin und Glucose ................................................................................. 64
4.9.2
IGF-1 und bovines Wachstumshormon ................................................... 65
5
Diskussion ............................................................................................... 66
5.1
Allgemeines zum Versuchsablauf............................................................ 66
5.2
Bilanzen im Verdauungstrakt ................................................................... 67
5.2.1
Scheinbare Verdaulichkeit der Rohnährstoffe ......................................... 67
5.2.2
Bilanz der Aminosäuren im Verdauungstrakt........................................... 67
5.3
Arginin als limitierende Aminosäure......................................................... 68
5.3.1
N-Bilanz ................................................................................................... 68
5.3.2
Freie Aminosäuren im Plasma................................................................. 71
5.4
Metabolische Effekte von Arginin............................................................. 74
5.4.1
Insulin und Glucose ................................................................................. 74
5.4.2
IGF-1 und bGH ........................................................................................ 77
5.5
Arginin-Stoffwechsel ................................................................................ 79
5.5.1
Abbau von 15N-Arginin ............................................................................. 79
II
Inhaltsverzeichnis
5.5.2
Arginase .................................................................................................. 81
5.5.3
Harnstoff im Plasma ................................................................................ 82
5.5.4
Harnstoffumsatz gemessen mit 15N- und 13C-Harnstoff ........................... 84
5.5.5
Kreatinin im Plasma und im Harn ............................................................ 85
5.5.6
Kalkulation des Argininbedarfs ................................................................ 87
5.6
Zusammenfassende Diskussion und Schlussfolgerungen....................... 90
6
Zusammenfassung .................................................................................. 92
7
Summary ................................................................................................. 94
8
Literaturverzeichnis.................................................................................. 95
9
Verzeichnis der Abbildungen und Tabellen ............................................116
10
Tabellenanhang ......................................................................................119
III
Abkürzungen
Abkürzungen
Aminosäuren:
Ala
Alanin
Lys
Lysin
Arg
Arginin
Met
Methionin
Asp
Asparaginsäure
Phe
Phenylalanin
Cys
Cystin
Pro
Prolin
Glu
Glutaminsäure
Ser
Serin
Gly
Glycin
Thr
Threonin
His
Histidin
Tyr
Tyrosin
Ile
Isoleucin
Val
Valin
Leu
Leucin
ARG
Arginase
Arg-HCl
Argininmonohydrochlorid
AS
Aminosäure
ATP
Adenosintriphosphat
bGH
Bovines Wachstumshormon
C
Kohlenstoff
CO2
Kohlenstoffdioxid
Exp.
Experiment
fOS
fermentierte organische Substanz
FS
Frischsubstanz
GLDH
Glutamat-Dehydrogenase
HS
Harnstoff
IGF-1
Insulin-like growth factor 1
i.v.
Intravenös
LM
Lebendmasse
LM0,75
Metabolische Lebendmasse
MDT
Magen-Darm-Trakt
ME
Umsetzbare Energie
Mean
Mittelwert
N
Stickstoff
n
Stichprobenumfang
IV
Abkürzungen
NADH
reduziertes Nikotinamid-Adenin-Dinucleotid
NH3
Ammoniak
NH4
Ammonium
NO
Stickstoff-Monoxid
NOS
Stickstoff-Monoxid-Synthase
NfE
Stickstoff-freie Extraktstoffe
OS
Organische Substanz
p
Wahrscheinlichkeit
r
Korrelationskoeffizient
Ra
Rohasche
RDP
Rumen degradable protein
Rfa
Rohfaser
Rfe
Rohfett
Rp
Rohprotein
SE
Standardfehler
SEM
Mittlerer Standardfehler
SR
Standardfehler des Schätzers
sV
Scheinbare Verdaulichkeit
TS
Trockensubstanz
UDP
Undegraded dietary protein
vOS
Verdauliche organische Substanz
vRa
Verdauliche Rohasche
vRfa
Verdauliche Rohfaser
vRfe
Verdauliches Rohfett
vRp
Verdauliches Rohprotein
V
Einleitung
1
Einleitung
Das hohe Leistungsniveau der Tierproduktion gilt vielfach als Hauptgrund für die
Umweltverschmutzung
des
Grund-
und
Oberflächenwassers
sowie
die
Verschmutzung der Atmosphäre mit Stickstoff (N)-Verbindungen. Bei den N- oder
phosphorhaltigen Schadstoffen handelt es sich überwiegend um ungenutzte
Nährstoffe
bzw.
Tierproduktion
(KIRCHGESSNER
deren
resultiert
ET AL.,
Abbauprodukte.
also
aus
einer
Die
Umweltbelastung
ungenügenden
durch
die
Nährstoffverwertung
1993b). Die Umwandlung von absorbierten Aminosäuren zu
Körperprotein-N ist im Besonderen beim Wiederkäuer mit einer Rate von 40 bis 80 %
großen Schwankungen unterworfen (LOBLEY, 1992). Von den einzelnen Faktoren der
N-Exkretion – fäkale Ausscheidung von unverdautem Mikroben-, Futter- und
endogenem N, Exkretion von im Pansen und Dickdarm resorbiertem Ammoniak und
des für die Proteinsynthese im Gewebe nicht nutzbaren Stickstoff im Harn – bieten
die Minimierung der Ammoniak-Resorption im Pansen und die Optimierung der
Aminosäureversorgung des Gewebes über das duodenale Rohprotein die besten
Möglichkeiten, die N-Verluste zu senken (VOIGT ET AL., 1996).
Die Höhe der Verwertung des Futter-N und somit der N-Ausscheidung lässt sich
durch die Fütterung beeinflussen, so dass die optimale Fütterung der Tiere eine
Schlüsselstellung einnimmt. Kenntnisse über den exakten Nährstoffbedarf der
Wiederkäuer sind deshalb für eine hohe Leistung der Tiere mit geringst möglicher NExkretion unbedingt notwendig. Für die Verwertung des Futter-N ist entscheidend,
wie die im Darm absorbierten Aminosäuren (AS) hinsichtlich Menge und
Zusammensetzung dem Bedarf entsprechen. Die (in der Regel essentielle)
Aminosäure, die nicht bedarfsdeckend ist, wird als limitierende AS bezeichnet.
Für Monogastrier und Wiederkäuer sind dieselben Aminosäuren essentiell, weil der
intermediäre N-Stoffwechsel auf Aminosäureebene gleich ist (BLACK
ET AL.,
1957;
DOWNES, 1960). Dennoch unterscheidet sich der Wiederkäuer von den anderen
Tierarten dadurch, dass die Menge an verfügbaren Aminosäuren am Dünndarm nicht
in erster Linie vom verfütterten Protein, sondern vor allem von den äußerst
komplexen Stoffwechselumsetzungen in den Vormägen abhängt. Für die Verwertung
der im Darm absorbierten AS ist das Verhältnis der einzelnen AS untereinander in
1
Einleitung
Relation zum AS-Verhältnis im synthetisierten Protein (Fleisch, Milch) von
Bedeutung. Die Verwertung kann nur so hoch sein, wie sie durch die Aminosäure,
die in zu geringer Menge vorhanden ist, begrenzt wird. Bisher sind jedoch unsere
Kenntnisse beim Wiederkäuer noch unzureichend, um den Bedarf an einzelnen
essentiellen Aminosäuren zu quantifizieren oder eindeutig limitierende Aminosäuren
zu identifizieren.
Ziel der vorliegenden Arbeit war es deshalb, einen Beitrag zur Schließung einiger
bestehender Kenntnislücken hinsichtlich der möglichen limitierenden Wirkung des
Arginins und dessen Umsatz an wachsenden Rindern zu leisten.
2
Literaturübersicht
2
Literaturübersicht
2.1
Proteinstoffwechsel beim Wiederkäuer
Grundsätzlich ist der Proteinstoffwechsel auf Gewebeebene bei Wiederkäuern und
Monogastriern gleich (BUTTERY & FOULDS, 1988). Die Synthese von Körperprotein
findet auf der Grundlage von aus dem Verdauungstrakt absorbierten und im Gewebe
mobilisierten Aminosäuren statt. Im Unterschied zu den monogastrischen Tieren,
sind beim Wiederkäuer die im Darm zur Absorption gelangenden Aminosäuren in
ihrem Muster von dem des Futterproteins verschieden. Die Ursache dafür besteht in
der mikrobiellen Stofftransformation in den Vormägen.
Die aus dem Darm absorbierten Aminosäuren stammen beim Wiederkäuer aus
unabgebautem
Futterprotein,
mikrobiellem
Protein
und
aus
proteinhaltigen
endogenen Sekreten.
2.1.1 Proteinabbau im Pansen
Wiederkäuer nehmen mit dem Futter Proteine, Peptide, Aminosäuren und andere
N-haltige Verbindungen auf. Diese als Rohprotein (N x 6,25) bezeichnete Fraktion
der Futterration gelangt in den Pansen.
Die im Pansen lebende Mikrobenpopulation, die sich aus Bakterien, Protozoen,
Pilzen und Hefen zusammensetzt, unterzieht die Nahrung vor der eigentlichen
Verdauung
mittels
körpereigener
Enzyme
einer
anaeroben
Fermentation
(VAN SOEST, 1994). Dabei werden die mikrobiell abbaubaren Proteine und Peptide
durch
bakterielle
Proteasen
zu
Aminosäuren
hydrolysiert,
die
größtenteils
desaminiert und decarboxyliert werden. Der Anteil des Rohproteins aus dem Futter,
welcher durch die Pansenmikroben abgebaut wird, wird als „Rumen Degradable
Protein“ (RDP) bezeichnet.
Der beim Aminosäureabbau freiwerdende Ammoniak wird von den Pansenmikroben
zur Synthese mikrobiellen Proteins genutzt (ALLISON, 1969). Daneben inkorporieren
die Mikroorganismen bei der Proteinsynthese auch direkt freie AS in ihre
Zellsubstanz. Überschüssiger Ammoniak wird aus dem Pansen absorbiert, gelangt
über das Blut zur Leber und wird dort im Harnstoffzyklus zu Harnstoff umgewandelt
3
Literaturübersicht
(KENNEDY & MILLIGAN, 1980). Wird der synthetisierte Harnstoff nicht mit dem Harn
ausgeschieden, ist ein Recycling über Speichel oder durch Diffusion durch die
Pansenwand zurück in die Vormägen möglich. Dieser Stoffwechselweg wird als
ruminohepatischer Kreislauf bezeichnet (HOUPT & HOUPT, 1968). Die Fähigkeit der
Wiederkäuer, während einer mangelhaften N-Versorgung verstärkt auf ein HarnstoffRecycling auszuweichen, zeichnet diese Tiere aus (RITZHAUPT ET AL., 1997)
Der Umfang der mikrobiellen Abbau- und Syntheseprozesse wird durch eine Vielzahl
von Faktoren beeinflusst. Neben der Ammoniak-N-Konzentration im Pansensaft
(ROOKE ET AL., 1987) steht die Art der aufgenommenen Energie sowie deren
Freisetzung (HAGEMEISTER
ET AL.,
1980; ROHR, 1986) in enger Beziehung zur
mikrobiellen Syntheseleistung.
Ein Teil des mit dem Futter zugeführten Rohproteins entgeht dem mikrobiellen
Abbau im Pansen und gelangt also unabgebaut ins Duodenum. Dieser Anteil wird als
unabgebautes Futterprotein, UDP (Undegraded Dietary Protein) bezeichnet. Der
Futterproteinabbau schwankt in Bereichen zwischen 15 % für Proteine tierischer
Herkunft (MADSEN & HVELPLUND, 1987) und über 90 % für Getreideprotein
(LINDBERG, 1987).
Futterprotein kann auch durch technisches Bearbeiten, wie Erhitzen (TAGARI
1962)
oder
durch
Zusatz
chemischer
Substanzen
wie
ET AL.,
Formaldehyd
(FERGUSON ET AL., 1967) bzw. Tanninen (ZELTER & LEROY, 1966) vor dem Abbau im
Pansen geschützt werden. Damit erhöht sich der Anteil des UDP, da die geschützten
Proteine erst nach Passage des sauren Labmagenmilieus im Dünndarm verdaut
werden.
Von praktischer Bedeutung für die Wiederkäuerernährung ist vor allem die
Verfütterung von vorbehandelten Eiweißfuttermitteln oder einzelnen Aminosäuren
wie Methionin und Lysin (TITGEMEYER
Arginin (DAVENPORT
ET AL.,
ET AL.,
1988; KOENIG & RODE, 2001) oder
1995). Diese führten beim Wiederkäuer zu einer
Leistungssteigerung hinsichtlich Wachstum oder Milchleistung, während andere
Autoren diesen Effekt nicht beobachten konnten (KIRCHGESSNER ET AL., 1993a).
Die Menge des UDP hängt in hohem Maß von der Abbaubarkeit der Futtermittel im
Pansen ab. Laut TAMMINGA (1982) wird die Proteinabbaubarkeit anhand der
Löslichkeit der Proteine unterschieden: die lösliche Proteinfraktion unterliegt in der
Regel einem schnelleren Abbau als die unlösliche Fraktion.
4
Literaturübersicht
Die Abbaubarkeit ist weiterhin abhängig von der Tertiärstruktur der Proteine, der
Verweilzeit des Futters im Pansen, dem pH-Wert des Pansensaftes und dem Einfluss
der Verarbeitung des Futtermittels auf das Protein (SATTER, 1986).
2.1.2 Proteinsynthese im Pansen
Im Pansen der Wiederkäuer findet gleichzeitig mit dem Proteinabbau auch eine
Proteinsynthese durch die Mikroorganismen statt. Aus Experimenten mit proteinfrei
ernährten Schafen stellten LOOSLI ET AL. schon 1949 fest, dass sich im Panseninhalt
alle Aminosäuren befanden, die auch von Monogastriern benötigt werden. Dieses
Ergebnis, dass Wiederkäuer alle essentiellen Aminosäuren selbst synthetisieren
können, wurde später von anderen Autoren bestätigt (ALLISON, 1969; VIRTANEN,
1966).
Der N-Bedarf für die de-novo-Synthese von Aminosäuren wird aus dem AmmoniakPool
des
Pansens
gedeckt.
Dabei
ist
zu
berücksichtigen,
dass
die
Ammoniakkonzentration im Pansen im Tagesverlauf starken Schwankungen
unterworfen ist (BOLDUAN ET AL., 1972; VOIGT ET AL., 1973).
Von den Faktoren, die die mikrobielle Eiweißsynthese beeinflussen, wurden einige
schon unter 2.1.1 zusammengefasst. Darüber hinaus spielt die Energieversorgung
der Mikrobenpopulation im Pansen eine entscheidende Rolle:
ROHR (1986) stellte fest, dass der Umfang der mikrobiellen Proteinsynthese in erster
Linie von der Menge an im Pansen zur Verfügung stehender Energie (ATP) abhängt.
ATP entsteht durch den Abbau von Kohlenhydraten zu flüchtigen Fettsäuren. Da die
Messung von ATP in den Vormägen jedoch nur sehr schwer zu realisieren ist,
wurden andere Maßstäbe herangezogen um die Effizienz der Proteinsynthese
darzustellen (ARMSTRONG, 1980). So wird die Menge an mikrobiellem Eiweiß unter
anderem auf die scheinbar verdauliche organische Substanz (vOS), die im Pansen
fermentierte organische Substanz (fOS) oder die umsetzbare Energie (ME) bezogen.
Da der Pansen der Verdauung mittels körpereigenen Enzymen im Drüsenmagen und
Dünndarm vorgelagert ist, können die mit dem Chymus abfließenden Mikroben
selbst als Proteinquelle für das Wirtstier genutzt werden.
Nach
Literaturangaben
verschiedener
Autoren
schwankt
die
mikrobielle
Syntheseleistung zwischen 120 und 155 g je kg fOS (ROHR, 1982; GABEL, 1983b)
bzw. bezogen auf MJ ME zwischen 8 und 11 g (GABEL, 1983a; AFB 1995). Der
durchschnittliche Mikroben-N-Ertrag wird vom AFB (1995) mit 10,5 g pro MJ ME
5
Literaturübersicht
angegeben. Der Anteil des AS-Stickstoffs am Mikrobenstickstoff beläuft sich im Mittel
auf 80 % (ARC, 1984).
Die von den Pansenmikroben synthetisierte Menge an Protein ist dabei häufig schon
für den gesamten Proteinbedarf der Tiere ausreichend (PIATKOWSKI
ET AL.,
1990).
Dies bestätigten auch andere Autoren bis zu einer Milchleistung von 4000 l Milch pro
Jahr (LENG & NOLAN, 1984; VERITÉ
ET AL.,
1984). Hochleistende Kühe benötigen
jedoch mehr Protein, als durch die Pansenmikroben synthetisiert werden kann
(OWENS & BERGEN, 1983) und sind deshalb zusätzlich auf UDP angewiesen.
Werden die Aminosäuremuster des Proteins der unterschiedlichen Bakterien- und
Protozoenarten im Pansen verglichen, so lassen sich zum Teil große Unterschiede
feststellen. Betrachtet man dagegen jedoch das mikrobielle Protein im Pansen von
Wiederkäuern in seiner Gesamtheit, so ist eine relative Konstanz in der
Aminosäurezusammensetzung zu beobachten (WELLER, 1957), die auch durch die
Ration kaum beeinflusst wird (HVELPLUND & HESSELHOLT, 1987; CECAVA & PARKER,
1993).
Dagegen
unterliegt
das
Protozoenprotein
einer
alimentärbedingten
Abhängigkeit der Aminosäurezusammensetzung (GABEL, 1984).
Der Gehalt an Arginin des mikrobiellen Proteins wird von verschiedenen Autoren mit
3,6 (SCHÖNHUSEN
ET AL.,
1995), 3,8 (GABEL & POPPE, 1986a) und 4,0 g/16 g N
(SCHOOF, 1996) (siehe auch Tab. 1) beziffert.
2.1.3 Endogene Proteine
Stickstoffhaltige Verbindungen gelangen auch durch endogene Proteine in den
Dünndarm. Als endogene Proteine werden Verdauungssäfte, wie Labmagen-,
Duodenal- Pankreas- und Gallensekrete, sowie Zellabschilferungen des Epithels,
Speichel und Muzine zusammengefasst (TAMMINGA ET AL., 1995).
Beim Schaf beträgt der Einstrom des endogenen N 2,6 g pro kg TS-Aufnahme
(SIDDONS ET
AL.,
1982). Am distalen Duodenum ist ein Drittel des Gesamt-N
endogener Herkunft (VAN BRUCHEM
ET AL.,
1997). BRANDT
ET AL.
(1980) fanden für
Rinder einen Wert am proximalen Duodenum von 3,6 g endogenem N pro kg TS im
Darminhalt.
Der Anteil an Arginin an den endogenen Sekreten beträgt zwischen 4,0 g/16 g N im
Pankreassaft bei Schafen (HAMZA, 1976) und 0,51 g/16 g N in der Gallenflüssigkeit
von Rindern (GABEL & POPPE, 1986a).
6
Literaturübersicht
2.1.4 Postruminale
Proteinverdauung
und
Absorption
der
Aminosäuren
Obwohl das Futterprotein in den Vormägen durch Mikroorganismen abgebaut wird,
werden Aminosäuren und Peptide nicht dort (BLACKBURN, 1965), sondern im
postruminalen Abschnitt des Verdauungstraktes absorbiert (WEBB, JR., 1986).
Die postruminale Proteinverdauung und Absorption von Aminosäuren vollzieht sich
nach den prinzipiell gleichen Mechanismen wie beim monogastrischen Tier (BERGEN,
1979). Man unterscheidet nach der anatomischen Lage die Verdauung im
Labmagen, im Dünndarm und im Dickdarm.
Labmagen
Der Panseninhalt verlässt durch den Psalter das ruminoretikuläre Verdauungssystem
und gelangt nun in das saure Milieu des Labmagens. Dort unterliegen die N-haltigen
Verbindungen einer sauren Hydrolyse und der Einwirkung der abomasalen
Proteinasen
(Pepsin
und
Labferment),
so
dass
verdauliche
Anteile
von
Mikrobenprotein und des UDP vorrangig in Peptide gespalten werden (SISSONS,
1981).
Dünndarm
Zusammengefasst werden in diesem Punkt die Darmabschnitte Duodenum, Jejunum
und Ileum.
Aus dem Labmagen treten N-haltige Bruchstücke des UDP, endogenen Proteins,
und Mikrobenproteins in den Dünndarm ein.
Die Sekretion von Pankreassaft in den Dünndarm spielt eine wichtige Rolle bei der
Proteinverdauung und erfolgt kontinuierlich. Im Pankreassaft sind verschiedene
protein- und peptidspaltende Enzyme (Proteasen und Peptidasen) bzw. ihre
inaktiven Vorstufen enthalten. Die Proteasen benötigen für ihre maximale Wirkung
einen pH-Wert von 7-8, der erst im distalen Abschnitt des Jejunums erreicht wird.
Pankreaspeptidasen zerlegen das Protein in Oligo-, Tri- und Dipeptide. Die weitere
Spaltung der Peptide zu Aminosäuren erfolgt dann durch membranständige Di- und
Aminopeptidasen des Darmepithels. Das Dünndarmepithel ist auch der Ort der
Absorption von Aminosäuren und Peptiden aus dem Chymus. Das distale Jejunum
und der proximale Teil des Ileums haben dabei die größte Transportkapazität
(BAKER & GEORGE, 1971). WEBB, JR. (1986) geht davon aus, dass bis zu 70 % der
Aminosäuren als Di- und Tripeptide absorbiert werden.
7
Literaturübersicht
Die Aminosäuren und Peptide werden dann mittels carriervermittelter Natriumabhängiger Prozesse aus dem Jejunum und Ileum absorbiert (BERGEN, 1979),
Peptide werden in den Darmepithelzellen hydrolisiert und als freie Aminosäuren in
die Blutbahn abgegeben (SCHARRER, 1986). Di- und Tripeptide werden in der Regel
sogar schneller absorbiert als freie Aminosäuren (RERAT
ET AL.,
1985, zitiert in
SCHARRER, 1986).
Nach der chemischen Struktur der Aminosäuren existieren vier verschiedene
Transportsysteme für die Absorption: 1. Iminosäuren, 2. neutrale , 3. basische und 4.
saure Aminosäuren (MUNCK, 1981).
Die intestinale AS-Absorption umfasst zwei Transportschritte: zunächst werden die
Aminosäuren durch aktiven Transport über die Bürstensaummembran in die
Epithelzelle befördert. Anschließend verlassen sie die Epithelzelle durch die
basolaterale Membran mittels erleichterter Diffusion und gelangen so ins
Pfortaderblut. Aminosäuren, die einer Gruppe zugehörig sind (z.B. Arginin und
Lysin), hemmen sich beim Transport durch die Membran kompetitiv (SCHARRER,
1986).
Die absorbierten Aminosäuren werden zum Teil bereits in den Epithelzellen der
Darmwand metabolisiert. Glutaminsäure wird zum Teil in Alanin umgewandelt und
Arginin zu Citrullin und/oder als Ornithin in das portale Blut abgegeben
(TAGARI & BERGMAN, 1978).
Der
intestinale
Proteinreiche
AS-Transport
unterliegt
Ernährung
stimuliert
ernährungsbedingten
die
Veränderungen.
AS-Absorption
spezifisch
(KARASOV & DIAMOND, 1983) und die Anpassung an proteinreiche Fütterung ist zwei
Tage nach der Futterumstellung zum größten Teil abgeschlossen (KARASOV
ET AL.,
1983).
Dickdarm
Der Dickdarm besteht aus den Darmabschnitten Caecum, Colon und Rectum.
Die in den Dickdarm gelangenden N-Verbindungen enthalten die Reste des Futter-N,
die der Dünndarm-Verdauung und der hydrolytischen Verdauung im Labmagen
entgangen sind, weiterhin nichtverdaute Mikroben-Reste, endogene Sekrete und aus
dem Blut diffundierter Harnstoff (CHALUPA, 1975).
Im Dickdarm existiert, ähnlich wie im Pansen, eine mikrobielle Verdauung. Die
synthetisierten
Aminosäuren
werden
jedoch
(CORDERO & WILSON, 1961; BINDER, 1970; SCHMITZ
8
nicht
ET
mehr
AL.,
absorbiert
1991) und die
Literaturübersicht
Mikroorganismen der Dickdarmflora werden für das Tier ebenfalls ungenutzt
ausgeschieden.
Nur Ammoniak kann nach Diffusion in die Blutbahn und Abgabe in den Pansen über
den Speichel oder durch Diffusion weiterhin als N-Quelle für die mikrobielle
Proteinsynthese dienen (TAGARI & BERGMAN, 1978). Der Beitrag der Dickdarmflora
zur Proteinverdauung der Wiederkäuer ist gering (DROCHNER & MEYER, 1991).
2.1.5 Postabsorptiver Aminosäurestoffwechsel
Alle Aminosäuren, die ins portale Blut absorbiert werden, gelangen zur Leber als Ort
des Stoffwechsels der Aminosäuren. Dort finden wichtige Stoffwechselvorgänge, wie
Gluconeogenese,
Proteinsynthese
und
Harnstoffbildung
statt.
Eine
andere
Möglichkeit besteht in der Aufnahme von Aminosäuren aus dem Blut in die Nieren,
die Aminosäuren für ihren Proteinumsatz, Ammoniakproduktion und Basenhaushalt
benötigen (BARUCH ET AL., 1975). Die Muskulatur stellt ein Reservoir für Aminosäuren
dar, aus dem sie je nach Bedarf freigesetzt oder aufgenommen werden können
(BERGMAN & HEITMANN, 1978). Der Transport freier Aminosäuren zwischen diesen
Organen verläuft beim Wiederkäuer wie bei anderen Spezies und wird durch die
Zusammensetzung der Ration und die Höhe der Energieversorgung beeinflusst. So
wird die Konzentration von freien Aminosäuren im Blut als Folge eines gesteigerten
Leberstoffwechsels durch Fasten verringert. Die Aminosäuren des Harnstoffzyklus,
Arginin, Citrullin und Ornithin, scheinen durch Nahrungsaufnahme am meisten
beeinflussbar zu sein (BERGMAN & HEITMANN, 1978). Dies hängt mit der Aufgabe
dieser Aminosäuren im Harnstoffzyklus zusammen, der für die Ammoniakentgiftung
zuständig ist. Der Ammoniakspiegel im Blut steigt durch die Proteinverdauung im
Pansen bei Futteraufnahme an.
Der Plasma-Aminosäurepool repräsentiert nur ca. 2 % der gesamten freien
Aminosäuren im Körper (BERGEN, 1979). Die meisten Aminosäuren sind in
niedrigeren Konzentrationen im Plasma zu finden als im Gewebe.
9
Literaturübersicht
2.2
Aminosäurebedarf der Wiederkäuer
Dem Aminosäure- und Peptidangebot im Dünndarm steht ein Bedarf der
Wiederkäuer
an
Aminosäuren
für
die
Teilbereiche
Erhaltung,
Wachstum,
Milchproduktion, Reproduktion und - bei kleinen Wiederkäuern - Wollproduktion
gegenüber. Im folgenden wird besonders auf wachsende Wiederkäuer eingegangen.
Tab. 1 Aminosäurezusammensetzung von mikrobiellem Protein, Duodenaldigesta,
Schlachtkörper und Milch in g/16 g N nach Literaturangaben
Aminosäure Mikrobielles Protein
Digesta Körperzusammensetzung Milch
g AS/16 g N
1
2
Lys
6.5
6.3
6.22
6.42
9.13
7.44
His
1.9
1.9
1.8
2.4
3.7
2.6
Arg
4.0
3.8
4.0
6.9
6.7
3.2
Asp
9.9
9.4
10.0
8.0
9.6
7.1
Thr
4.6
4.4
4.5
3.9
4.6
4.1
Ser
3.7
3.9
4.2
4.4
4.5
5.2
Glu
10.4
10.2
11.4
12.5
17.3
20.6
Gly
5.3
5.7
5.0
11.3
5.6
1.8
Ala
5.9
5.6
5.6
7.2
6.4
3.0
Val
5.4
5.1
4.4
3.9
5.3
6.0
Ileu
4.8
4.7
3.9
2.9
5.1
6.1
Leu
6.9
6.4
6.6
6.7
8.0
10.4
Tyr
4.0
3.8
3.9
2.6
3.8
6.8
Phe
4.7
4.3
4.2
3.6
4.5
5.0
Cys
1.5
2.0
2.2
1.7
1.3
0.9
Meth
2.0
1.4
1.4
1.3
2.7
2.4
Pro
3.5
1.2
0.8
5.1
8.9
1
2
3
4
SCHOOF 1997; nach GABEL & POPPE 1986; nach ORSKOV 1992; IBURG 1993
In Tab. 1 sind die unterschiedlichen Gehalte der Aminosäuren in mikrobiellem
Protein, Duodenaldigesta, Schlachtkörperzusammensetzung und Kuhmilch nach
Literaturangaben zusammengestellt. Betrachtet man die Werte für Arginin, so fällt
auf, dass der Arginingehalt des mikrobiellen Proteins oder des Proteins der
Duodenaldigesta nicht mit den Gehalten der Schlachtkörperzusammensetzung
übereinstimmt. Wenn keine weitere Argininquelle zur Verfügung steht, limitiert somit
Arginin die Proteinsynthese.
Als ideal ist der Zustand anzusehen, bei dem das Muster der absorbierten AS mit
dem Muster des im tierischen Gewebe synthetisierten Proteins übereinstimmt.
10
Literaturübersicht
Infolge der unterschiedlichen Futterproteine und vor allem der Umsetzungen in den
Vormägen wird das nur selten der Fall sein.
Eine erste Abschätzung des Bedarfs der Aminosäuren kann also über den Vergleich
der Aminosäurezusammensetzung des mikrobiellen Proteins und der synthetisierten
Produkte
der
Wiederkäuer
erfolgen
(GABEL
&
POPPE,
1986a;
MERCHEN & TITGEMEYER, 1992). Dabei wurden die spezifischen Funktionen der
einzelnen Aminosäuren im Stoffwechsel und die Flussmengen ignoriert.
Eine andere gebräuchliche Methode der Aminosäurebedarfsbestimmung erfolgt nach
dem Dosis-Wirkungs-Prinzip. Einer Grunddiät, in der die zu prüfende Aminosäure im
Mangel vorliegt, wird die entsprechende Aminosäure stufenweise zugesetzt. Es wird
dann die Wirkung der Aminosäurezufuhr auf eine bestimmte Leistung geprüft. Als
bedarfsdeckend wird die Menge der Aminosäurezufuhr angesehen, bei der die
höchste Leistung, bzw. kein weiterer Leistungszuwachs erreicht wird.
Bei wachsenden Tieren werden meist Lebendmassezunahme oder N-Bilanz als
Leistungskriterien herangezogen. In anderen Stoffwechselsituationen, wie Laktation,
Gravidität
oder
Erhaltung,
ist
es
wesentlich
schwieriger
eine
Aminosäurebedarfsbestimmung vorzunehmen, da die Tiere z.B. in der Laktation eine
mangelnde Zufuhr an Aminosäuren durch Abbau von Körperproteinen kompensieren
können, so dass kein unmittelbarer Effekt auf die Milcheiweißbildung besteht und
keine einfach erfassbaren Leistungskriterien vorliegen (JEROCH ET AL., 1999).
2.2.1 Essentielle Aminosäuren
Als essentielle Aminosäuren werden lebensnotwendige Aminosäuren, die vom
tierischen Organismus nicht selbst synthetisiert werden können, bezeichnet.
Zu
den
essentiellen
Aminosäuren
zählen
Phenylalanin,
Isoleucin,
Leucin,
Tryptophan, Methionin, Valin, Lysin und Threonin. Als nicht-essentielle Aminosäuren
gelten Glycin, Alanin, Serin, Asparaginsäure, Glutaminsäure, Cystin, Tyrosin, Histidin
und Prolin.
Es gibt außerdem Aminosäuren, die zwar vom Tier selbst synthetisiert werden
können, in Stoffwechselsituationen mit hohem Proteinanabolismus jedoch nicht in
ausreichender Form zur Verfügung gestellt werden können. Diese Aminosäuren
werden als semi-essentiell bezeichnet (ROSE, 1937). Zu dieser Gruppe gehört
Arginin.
11
Literaturübersicht
Bei Wiederkäuern werden jedoch die meisten Aminosäuren durch die mikrobielle
Proteinsynthese laufend dem Tier neu zur Verfügung gestellt und dies erschwert die
Suche nach essentiellen Aminosäuren erheblich. An der Diskussion um essentielle
Aminosäuren haben sich viele Autoren beteiligt (HARPER, 1974) und inzwischen ist
man sich in der Hinsicht einig, dass Aminosäuren bei bestimmten Tierarten und unter
bestimmten
Umständen
essentiell
werden
können.
Wenn
also
besondere
metabolische Situationen oder Krankheiten einen erhöhten Bedarf an einer
Aminosäure fordern, dann wird die Syntheseleistung des Organismus oft
überschritten (VISEK, 1984b).
Arginin wird als essentiell für Fische und Vögel (BOISEN
ET AL.,
2000), sowie für
Carnivoren (CYNOBER, 1995) angesehen. Säugetiere sind generell in der Lage,
Arginin in Niere und Leber zu synthetisieren. FULLER (1991) geht jedoch davon aus,
dass Arginin zum größten Teil im Harnstoffzyklus weiter metabolisiert wird und so
eine Supplementation, z.B. bei Ferkeln, notwendig werden kann.
2.2.2 Limitierende Aminosäuren
Im Zusammenhang mit dem Aminosäurebedarf beim Wiederkäuer stellt sich die
Frage nach den erstlimitierenden Aminosäuren für einzelne Teilbereiche der
tierischen Produktion wie Wachstum, Wollproduktion oder Milchleistung.
Bei der Proteinbiosynthese müssen alle benötigten Aminosäuren gleichzeitig in
ausreichender Menge vorhanden sein (EVERSON ET AL., 1989).
Die erstlimitierende Aminosäure kann dabei definiert werden als diejenige essentielle
Aminosäure, deren Mangel als erstes zu einer Leistungsbegrenzung des Tieres führt,
die nicht durch die Zufuhr anderer Aminosäuren oder Nährstoffe behoben werden
kann (BERGEN, 1979). Oder anders ausgedrückt: diejenige Aminosäure, die
gegenüber
dem
Bedarf
den
stärksten
Mangel
aufweist,
begrenzt
die
Bildungsmöglichkeiten der entsprechenden Eiweiße und wird daher als limitierende
Aminosäure bezeichnet.
BOISEN
ET AL.
(2000) gehen davon aus, dass bei einem idealen Proteinprofil in der
Ration jede Aminosäure limitierend für die jeweilige Leistung (Erhaltung, Wachstum
etc.) ist und dass es daher nur einen minimalen N-Überschuss gibt. Die Definition
von idealem Protein lautet hierbei:
Das perfekte Verhältnis der individuell essentiellen Aminosäuren und Stickstoff, die
für Erhaltung und Leistung benötigt werden.
12
Literaturübersicht
Um ein ideales Proteinprofil am Duodenum zu gewährleisten, muss die
Aminosäurezusammensetzung
des
Mikrobenproteins
durch
die
des
UDP
ausgeglichen werden.
Für die Bestimmung der erstlimitierenden Aminosäure gelten zuerst die oben
aufgeführten Grundsätze für die Bedarfsbestimmung von Aminosäuren. Dabei wird
die zu untersuchende Aminosäure in löslicher Form ins Abomasum oder Duodenum
infundiert
und
die
erzielte
Wirkung
anhand
der
Veränderungen
in
den
Produktionsparametern (N-Bilanz, Milchleistung) oder metabolischen Parametern
(Hormongehalt im Plasma, Veränderungen der Aminosäurekonzentration im Plasma)
quantifiziert (CHALUPA & CHANDLER, 1972).
Bei der Interpretation der Aminosäurekonzentration im Plasma bedient sich
TITGEMEYER (TITGEMEYER
ET AL.,
1988; TITGEMEYER & MERCHEN, 1990a) einer
dreiphasigen Verlaufskurve, die die Antwort der unterschiedlichen Infusionsstufen
der zu untersuchenden Aminosäure widerspiegelt: ein Plateau während der
niedrigsten Dosis ist Ausdruck der noch limitierenden Wirkung der Aminosäure, dann
folgt ein langsamer Anstieg der Plasmakonzentration während der Bedarf nach und
nach
gedeckt
wird
und
schließlich
ein
starker
Anstieg
der
Plasma-
Aminosäurekonzentration als Ausdruck des AS-Überschusses.
ORSKOV & CHEN (1989) unterscheiden zwei Methoden bei der Bestimmung von
limitierenden Aminosäuren. Die erste Methode geht von einer Grunddiät mit
Supplementation von der jeweiligen Aminosäuren aus wie oben beschrieben. Ein
Nachteil hierbei ist jedoch, dass eine zweit- oder colimitierend Aminosäure auf
diesem Wege nicht identifiziert werden kann.
Bei der zweiten Methode werden alle Aminosäuren zu 100% ihres optimalen Niveaus
zugesetzt und nachfolgend der Entzug von einzelnen Aminosäuren aus dem
Gemisch realisiert. Wenn eine der entfernten Aminosäuren limitierende Wirkung hat,
dann spiegelt sich das in einer verminderten N-Bilanz wieder. Wird diese Methode
mit mehreren Aminosäuren durchgespielt, und nachfolgend das unterschiedliche
Ausmaß der Reduzierung der N-Bilanz verglichen, so kann auf diese Weise die
Reihenfolge der limitierend wirkenden Aminosäuren festgelegt werden.
Diese Methode benutzte IBURG (1993) bei Milchkühen mit Duodenalkanülen und
STORM & ORSKOV (1984) bei Schafen.
13
Literaturübersicht
Ein weiterer Ansatz für die Bestimmung des Aminosäurebedarfes ist die
Untersuchung des Aminosäuregehaltes von körpereigenem Gewebe wie Muskulatur,
Milchprotein und die Bestimmung des AS-Musters im Mikrobenprotein (Tab. 1).
OLDHAM (1986) setzte den Aminosäuregehalt von Mikrobenprotein ins Verhältnis mit
dem Gehalt im Körpergewebe (um den Bedarf für Wachstum zu quantifizieren) und
Milchprotein (für den Bedarf während der Laktation). Er postulierte, dass die
Aminosäure mit dem niedrigsten Verhältnis die erstlimitierende Aminosäure sei und
nannte Histidin als erstlimitierende Aminosäure für Wachstum und Laktation.
Eine ähnliche Vorgehensweise wurde vom ARC (1984) vorgegeben, die den Gehalt
an essentiellen Aminosäuren im Duodenum mit dem der essentiellen Aminosäuren
im Körperprotein ins Verhältnis setzten und so Leucin, Lysin und Histidin als
limitierende Aminosäuren für Wachstum ansehen.
Andere Autoren ermittelten den Fluss einzelner Aminosäuren ins Duodenum an
Tieren mit Duodenalkanülen (GABEL & POPPE, 1986b; IBURG, 1993; SCHOOF
2000).
Werte
für
den
Bedarf
an
Aminosäuren
wurden
ET AL.,
anhand
von
Schlachtkörperanalysen kalkuliert und mit den gemessenen Fluss-Werten ins
Verhältnis gesetzt. Die so berechnete Verwertung dient nun als Maß für die
limitierende Wirkung der Aminosäuren. SCHOOF ET AL. (2000) konnten bei Bullen eine
limitierende Wirkung von Histidin nicht nachweisen. IBURG (1993) nannte Methionin
und Leucin als limitierend bei Milchkühen, GABEL & POPPE (1986b) fanden die
höchsten Verwertungen für die Aminosäure Arginin, gefolgt von Histidin und Lysin.
Bei der Bestimmung von limitierenden Aminosäuren fanden verschiedene Autoren
oftmals widersprüchliche Ergebnisse bezüglich einer oder mehrerer Aminosäuren,
die erst- oder colimitierend sein sollten. Vielfach wurde für Methionin oder Lysin eine
limitierende Wirkung beschrieben. Deswegen schlugen MERCHEN & TITGEMEYER
(1992) in ihrem Review vor, dass viele essentielle Aminosäuren colimitierend auf das
Wachstum von Bullen wirken. Bei der Auswertung verschiedener Arbeiten stellten sie
fest, dass eine maximale Leistung erreicht wurde, wenn eine Aminosäuremischung
oder Proteinlösung statt der einzelnen Aminosäuren postruminal verabreicht wurde.
Dies bedeutet auch, dass limitierende Aminosäuren stets auf die gefütterte Ration
bezogen werden müssen. Für Rationen mit Fischmehl erwies sich Leucin bei
Milchkühen als erstlimitierend, dagegen bei Getreide Lysin und für Sojaschrot
Methionin (BOISEN ET AL., 2000).
14
Literaturübersicht
Bei unseren Untersuchungen galt es, die möglicherweise limitierende Wirkung des
Arginins auf den Proteinansatz wachsender Jungrinder zu überprüfen.
Hinweise für eine limitierende Wirkung des Arginins bei wachsenden Rindern geben
Untersuchungen von GABEL & POPPE (1986b), SCHOOF (1996) und KLUTH (1998). Bei
diesen
Experimenten
deutete
die
ermittelte
erstlimitierende Aminosäure hin. KOENIG
ET AL.
Verwertung
auf
Arginin
(1982) und RAGLAND-GRAY
als
ET AL.
(1997) fanden durch Versuchsergebnisse bei abomasal mit Arginin infundierten
Rindern ebenfalls die Hypothese bestätigt. Dazu wurden N-Ansatz und PlasmaAminosäurekonzentration der Tiere als Parameter für eine limitierende Wirkung
genutzt.
CHALUPA (1975) postulierte, dass Arginin in vitro die am meisten abgebaute
Aminosäure sei und damit den höchsten Bedarf signalisiere.
2.3
Stoffwechsel der Aminosäure Arginin
Die Aminosäure Arginin wurde erstmals 1886 von SCHULZE & STEIGER in kristalliner
Form entdeckt und von HEDIN 1895 im tierischen Protein nachgewiesen
(ROGERS & VISEK, 1985).
Arginin ist der Trivialname der L-(+)-α-Amino-δ-guanidinovaleriansäure und gehört zu
der Gruppe der basischen Aminosäuren aufgrund der zusätzlichen Aminogruppe.
Arginin spielt eine wichtige Rolle bei der Proteinbiosynthese, der Synthese von
Aminosäuren und deren Derivaten und im Harnstoffzyklus (BARBUL, 1990). Alle
Gewebearten nutzen Arginin für die cytoplasmatische und zellkernassoziierte
Proteinbiosynthese. Vom metabolischen Standpunkt aus gesehen, dient Arginin als
Transport-, Vorrats- und Exkretionsvehikel für Stickstoff. Die Aminosäure hat eine
wichtige Aufgabe in der Ammoniakentgiftung im Harnstoffzyklus.
Arginin ist zudem der einzige Lieferant von Amidinogruppen, die für die
Kreatinsynthese benötigt werden (VISEK, 1986). Somit ist Arginin auch indirekt am
Energiestoffwechsel des Körpers durch Kreatin-Phosphat beteiligt. Ebenso liefert die
Aminosäure
Vorstufen
für
die
Polyaminbiosynthese,
Agmatinsynthese (BARBUL, 1995; WU & MORRIS, 1998).
15
Stickstoffmonoxid-
und
Literaturübersicht
2.3.1 Synthese
Arginin wird im Säugerorganismus aus Citrullin via Argininosuccinat in Leber und
Niere synthetisiert (Abb. 1). Dieser Stoffwechselweg ist eng mit den Enzymen des
Harnstoffzyklus in Leber und Niere verbunden und findet hauptsächlich in der Leber
statt. Allerdings ist die Aktivität des Enzyms Arginase in der Leber sehr hoch, so dass
das eben synthetisierte Arginin sofort weiter metabolisiert wird. Der Leber-ArgininSpiegel ist also niedrig und von der Leber wird kein neu synthetisiertes Arginin in das
Kreislaufsystem freigesetzt (DE BANDT
ET AL.,
1995). In Muskulatur und Milz verhält
es sich mit der Arginase-Aktivität wie in der Niere, so dass in diesen Geweben der
Arginin-Spiegel deutlich höher als in der Leber ist (DE BANDT ET AL., 1995).
Obwohl in der Niere ebenfalls Arginase vorhanden ist, hat dieses Isoenzym der
Leber-Arginase bei weitem nicht die hohe Aktivität und so sind die Nieren der
Hauptsyntheseort von Arginin (FEATHERSTON
ET AL.,
1973). Das dort produzierte
Arginin dient in erster Linie der Proteinsynthese im Organismus.
Citrullin, das für die Biosynthese von Arginin benötigt wird, ist ein Hauptendprodukt
des Glutamin-Stickstoff-Metabolismus im Intestinum. Von dort wird Citrullin in den
Blutstrom abgegeben, zu 80 % von den Nieren aufgenommen (ROGERS ET AL., 1972)
und zu Arginin umgesetzt. Die Verfügbarkeit des Citrullins im Plasma ist dabei ein
regulierender
Faktor
für
die
Argininsynthese
in
den
Nieren
von
Ratten
(DHANAKOTI ET AL., 1990).
Durch eine Argininsupplementation bzw. einen steigenden Proteingehalt der Ration
konnte kein gerichteter Einfluss auf die Argininsynthese bei Ratten beobachtet
werden (DHANAKOTI ET AL., 1992).
16
Literaturübersicht
Abb. 1 Synthese von Arginin (LÖFFLER & PETRIDES, 1998)
ARG Arginase; AS, AL Argininosuccinat-Synthase bzw. -Lyase; CPS-I Carbamylphosphat-Synthase;
OTC Ornithin-Transcarbamylase.
2.3.2 Absorption und Transport
BARBUL (1995) fand heraus, dass die Absorption der Aminosäure Arginin
hauptsächlich in Ileum und Jejunum stattfindet. Während der Absorption werden
ungefähr 40 % des Arginins schon durch die Aktivität der Arginase in der Mucosa
des Dünndarms abgebaut und die Metaboliten gelangen in die Pfortader
(WU & MORRIS, 1998). Beim intestinalen Transport konkurriert Arginin mit den
anderen
basischen
Aminosäuren
Ornithin,
Lysin
und
Cystin
um
das
Transportsystem. Inhibitoren des Arginintransports sind die genannten basischen
Aminosäuren
(besonders
Lysin),
Canavanin
und
generell
Inhibitoren
der
Stickstoffmonoxid-Synthase (NOS) (BOGLE ET AL., 1992; DEGEORGE ET AL., 1997).
In Zellen von Säugetieren wird der Argininbedarf zumeist über die Aufnahme von
extrazellulärem Arginin über spezifische Transportsysteme gedeckt. Verschiedene
Transportsysteme stehen zur Verfügung, für Arginin kommen y+, b
0,+
,B
0,+
, oder y+L
in Frage (KILBERG ET AL., 1993). Das Natrium-unabhängige Transportsystem y+ spielt
jedoch die größte Rolle und kommt in den meisten Zelltypen vor (WU & MORRIS,
17
Literaturübersicht
1998). Im Gehirn, Leukozyten, Erythrocyten und Fibroblasten teilen sich Arginin,
Ornithin und Lysin ebenfalls ein Carriersystem (FAHEY, 1957).
Von vielen Autoren wird ein Lysin-Arginin-Antagonismus beschrieben, der aus
Konkurrenz der Aminosäuren um dasselbe Transportsystem resultieren soll
(ROBINSON & FELBER, 1964; REISER & CHRISTIANSEN, 1971; KADIRVEL & KRATZER,
1974; SCHARRER, 1986). Andere Autoren führen den Effekt auf eine AminosäureImbalance zurück (ANDERSON ET AL., 1984) oder können keine gegenseitige
Beeinflussung
der
Aminosäuren
feststellen
(CZARNECKI
ET
AL.,
1985;
EDMONDS & BAKER, 1987).
Da das Transportsystem y+, das Arginin und andere basische Aminosäuren Natriumunabhängig transportiert, in Leberzellen praktisch nicht vorkommt, werden über 85 %
des zur Leber transportierten Arginins nicht in die Leber aufgenommen (YU ET AL.,
1996; O'SULLIVAN ET
AL.,
1998). Eine nur 50 %ige Verfügbarkeit des diätetischen
Arginins im Blutkreislauf resultiert aus der Metabolisierung im Darm und in der Leber
(WU & MEININGER, 2000). Diese Ergebnisse beziehen sich allerdings nicht auf
Untersuchungen an Wiederkäuern, sondern wurden am Modelltier Ratte und Hund
durchgeführt.
2.3.3 Bedarf an Arginin
Normalerweise wird Arginin in genügender Menge über das Futter aufgenommen,
bzw. mikrobiell synthetisiert und zusammen mit der Argininsynthese im Organismus
ist die Menge für das Tier ausreichend. In Stoffwechselsituationen mit einem hohen
Proteinanabolismus, wie Wachstum oder Laktation, ist jedoch ein Mangel denkbar.
Arginin wurde in Experimenten von ROSE (1937) als semi-essentiell eingestuft. Denn
er fand bei der Ratte heraus, dass junge Ratten bei einer Supplementation mit
Arginin schneller wuchsen, bei adulten Ratten jedoch keine Steigerung der N-Bilanz
möglich war. Seitdem wurden auch Hinweise bei anderen Tierarten erbracht, dass
junge Tiere einen erhöhten Argininbedarf haben, der durch diätetische und
körpereigene Arginin-Versorgung nicht gedeckt wird (ADAMSON & FISHER, 1976;
ANDERSON
ET AL.,
1979; ANDERSON
ET AL.,
1984; CZARNECKI & BAKER, 1984). Der
Argininbedarf von wachsenden Kaninchen wird bei einem Arginingehalt von 0,6 % in
der Diät als gedeckt angesehen, da die N-Bilanz hier die höchsten Werte erzielte
(ADAMSON & FISHER, 1976). Ebenso wurde bei wachsenden Katzen der Argininbedarf
bei einem 0,8 %igen Arginingehalt der Diät als gedeckt ermittelt (ANDERSON
18
ET AL.,
Literaturübersicht
1979). In adulten Säugern und Menschen hat Arginin keinen Effekt auf
Lebendmassezunahme und N-Bilanz (EASTER & BAKER, 1976).
Bei Katzen kommt es nach Arginin-freier Diät innerhalb von 2 – 3 Stunden zu
Hyperammonämie, Hyperglykämie, Krämpfen und Tod (MORRIS & ROGERS, 1978).
Eine ähnlich dramatische Auswirkung hat Arginin-freie Diät auch bei Hunden, die
nach zwei Tagen mit Salivation, Erbrechen, Krämpfen und Hyperglykämie reagieren
(HA ET AL., 1978; BURNS ET AL., 1981).
Der Netto-Argininbedarf wachsender Jungrinder ist in Tab. 2 nach Literaturangaben
zusammengestellt. Dabei ist zu beachten, dass die Autoren verschiedene Methoden
zur Bedarfsermittlung verwendet haben und so die Ergebnisse nur unter Vorbehalt
miteinander zu vergleichen sind.
Legt man den von GABEL & POPPE (1986b) aus Körpermassezuwachs abgeleiteten
Nettobedarf an Arginin zugrunde, so ergibt sich bei Vergleich von Passage und
Bedarf des Arginins am Duodenum, dass der Bedarf an Arginin über die Absorption
im Dünndarm nur zu 73 % gedeckt ist.
Tab. 2 Netto-Bedarf von Arginin nach Literaturangaben
bei wachsenden Jungrindern und Kälbern
Autoren
Tiermaterial
LM LM-Zunahme
Arginin
Netto- Passage am Duodenum1
Bedarf
Bedarf am Duodenum2
kg
g/d
g/d
GABEL & POPPE (1986b)
200
1000
13.4
0.73
FENDERSON & BERGEN (1975)
274
730
9.0
k.A.3
MERCHEN (1992)
250
1000
5.6
k.A.
VAN WEERDEN & HUISMAN (1985) 75
1000
7.6
k.A.
WILLIAMS (1994)
250
8.5
k.A.
55
1,2
Berechnung siehe Tab. 23 (es wurde ein N-Ansatz von 26,2 g/d, eine Energieaufnahme von 48 MJ
entsprechend 2,9 kg vOS unterstellt); 3 keine Angaben
19
Literaturübersicht
2.3.4 Katabolismus
Die Aminosäure Arginin kann über verschiedene Stoffwechselwege katabolisiert
werden, die drei wichtigsten werden nachfolgend vorgestellt:
Arginase
Den katabolen Hauptweg des diätetischen oder im Harnstoffzyklus (Abb. 2)
synthetisierten Arginins stellt das Enzym Arginase in der Leber dar. Zu einem viel
geringeren Anteil entsteht auch Stickstoffmonoxid (NO), auf das im nächsten Punkt
eingegangen wird. HIBBS, JR.
ET AL.
dass nur 0,1 % des infundierten
(1992) fanden in Untersuchungen an Menschen,
15
N-Arginins als Nitrat im Harn ausgeschieden
wurden und im Gegensatz dazu 17 % Harnstoff aus dem Infusat resultierten.
Die Bioverfügbarkeit von Arginin für die Synthese von NO, Polyamine, Agmatin,
Prolin und Glutamat wird wahrscheinlich durch das Enzym Arginase reguliert
(WU & MORRIS, 1998). Arginin wird durch Arginase in Ornithin und Harnstoff
gespalten. Der Vorgang ist stark exergonisch und daher irreversibel (MEIJER
ET AL.,
1990). In der Leber ist Arginase am stärksten vertreten.
Arginase existiert im Säugerorganismus in drei Formen mit verschiedener
Zelllokalisation, den Isoenzymen I, II und III (HERZFELD & RAPER, 1976). Isoenzym III
kommt ausschließlich in der Leber vor und hat mit Abstand die höchste Aktivität (s.
Tab. 3). Ornithin, Lysin und verzweigtkettige Aminosäuren hemmen Arginase
kompetitiv. Allerdings hat die Leber-Arginase eine derart hohe Aktivität, dass eine
komplette Hemmung nahezu unmöglich ist (MEIJER
Arginase
durch
zweiwertige
Manganionen
(HARELL & SOKOLOVSKY, 1972).
20
ET AL.,
1990). In vitro wird
allosterisch
aktiviert
Literaturübersicht
Tab. 3 Relative Arginase-Aktivität in verschiedenen Geweben
(bezogen auf Gesamtgewebe der Organe von Ratten und Menschen; nach CYNOBER, 1995)
Gewebe
Arginase Aktivität
Isoenzym
Leber
100
III
Darm
5,1
I,II
Pankreas
4,0
I,II
Niere
1,8 – 2,2
I,II
Fibroblasten
0,5
Gehirn
0,10 – 0,14
I
Lunge
0,21
I
Muskulatur
0,02 – 0,10
I
Milz
0,04 – 0,07
I
ELSASSER ET
AL.
(1996) konnten eine fast 100 %ige Steigerung der Arginaseaktivität
bei Bullen durch eine Diät mit hohem Proteingehalt erreichen. Dies Ergebnis deckt
sich mit Untersuchungen von anderen Autoren (ASHIDA & HARPER, 1961;
BOLING ET AL.,
1978),
in
denen
sich
die
Arginaseaktivität
mit
steigendem
Rohproteingehalt in der Ration erhöhte. Mit steigendem Energiegehalt der Ration
sank die Aktivität der Leberarginase (ELSASSER ET
AL.,
1996). Infusion von
Ammoniumacetat oder Ammoniumacetat plus Arginin erhöhte die Aktivität der
Arginase in Rindern signifikant, während eine Infusion nur mit Arginin diesen Effekt
nicht aufwies (KOENIG ET AL., 1982).
Da Arginin gleichzeitig von den verschiedenen Arginaseformen als auch von NOS als
Substrat benötigt wird (SONOKI
ET AL.,
1997), konkurrieren die Enzyme um Arginin
und so ist eine Beeinflussung der NO-Synthese durch die Expression der Arginase
denkbar. So fanden LI ET AL. (2001) bei Untersuchungen an bovinen Endothelzellen,
dass das Vorkommen von Arginase ein limitierender Faktor für die endotheliale
Synthese von Polyaminen, Prolin und Glutamat darstellt, sowie auf die Synthese von
NO nachhaltig einwirkt.
21
Literaturübersicht
Abb. 2 Harnstoffzyklus (LÖFFLER & PETRIDES, 1998)
22
Literaturübersicht
Stickstoffmonoxid
Seit in den letzten Jahren bekannt wurde, dass Arginin auch zu Stickstoffmonoxid
(NO) metabolisiert werden kann (HIBBS, JR.
großem
Interesse
nachgegangen
„endothelium-derived
releasing
ET AL.,
worden.
factor“
1988), ist dieser Möglichkeit mit
Denn
identifiziert
zugleich
(IGNARRO
wurde
ET
NO
AL.,
als
1987;
PALMER ET AL., 1987) und ist seitdem auf dem Gebiet des Bluthochdrucks und
Herzinfarktvorbeugung (WU & MEININGER, 2000) sowie in der Tumorforschung
(HIBBS, JR.,
1991)
ein
wichtiges
Forschungsobjekt.
Das
Interesse
an
der
Argininversorgung von Mensch und Tier ist dadurch neu entfacht worden.
Viele Zelltypen nutzen Arginin zur Synthese von NO, das in vielen Bereichen wie
Vasodilatation, Reaktionen des Immunsystems, Signalübermittlung im neuronalen
Bereich und bei der Blutgerinnung eine wichtige Rolle spielt.
Die Oxidation von Arginin wird durch das Enzym Stickstoffmonoxid-Synthase (NOS)
realisiert, das Arginin zu gleichen Teilen in Citrullin und NO spaltet. Dabei gelangt je
ein N-Atom der Guanidinogruppe in Citrullin und NO (CASTILLO ET AL., 1996) (Abb. 3).
Citrullin kann wieder zu Arginin regeneriert werden, dies geschieht über den
sogenannten Citrullin/NO-Zyklus via Argininosuccinat oder den Arginin/CitrullinZyklus (HECKER ET AL., 1990).
CASTILLO
ET AL.
(1996) fanden bei Untersuchungen am Menschen mit
15
N-Arginin-
Infusion, dass nur 15 % des gebildeten Harnstoffs und 1,2 % NO von Plasma-Arginin
stammt. Dies spricht für eine sehr niedrige Aufnahme des Plasma-Arginins durch die
Leber und für eine strikte Trennung von Leber- und Plasma-Argininpool
(WU & MORRIS, 1998).
Kreatinin
Eine weitere Möglichkeit des Arginin-Katabolismus besteht im Abbau zu Kreatinin.
Über die Zwischenstufe Kreatin im Muskelstoffwechsel wird Kreatinin über den
Blutkreislauf zur Niere transportiert und schließlich mit dem Harn ausgeschieden.
Der erste Schritt wird hierbei durch das mitochondrale Enzym Arginin-GlycinTransaminidase realisiert, das die Guanidinogruppe des Arginins auf Glycin
überträgt. So entstehen Guanidinoacetat und Ornithin. Das Enzym ist hauptsächlich
in den Tubuli der Niere und Pankreas, sowie zu einem geringeren Teil auch in der
Leber lokalisiert (KNOWLES & MONCADA, 1994).
23
Literaturübersicht
Guanidinoacetat
wird
in
Leber,
Pankreas
oder
Niere
von
dem
Enzym
Guanidinoacetat-Transmethylase zu Kreatin methyliert, das in den Blutkreislauf
freigesetzt wird. Aus dem Blut wird das Kreatin nun von Skelettmuskulatur und
Nerven aufgenommen und irreversibel zu Kreatinin umgewandelt. Kreatinin kann
vom Muskel nicht verwertet werden und gelangt über das Blut zur Niere und
schließlich in den Harn. Kreatinin wird als Endprodukt des Muskelstoffwechsels unter
physiologischen
Bedingungen
konstant
gebildet
und
ausgeschieden.
Die
Ausscheidung über den Harn wird auch als Indikator für die Nierenfunktion genutzt,
da Kreatinin in den Nierentubuli nicht absorbiert und nur in sehr geringem Maße
sezerniert wird (FROMM & HIERHOLZER, 2000).
Die Kreatininsynthese nimmt einen beträchtlichen Teil der Argininverwertung in
Anspruch. WU & MORRIS (1998) gehen beim Menschen von einem ungefähren Wert
von 10 % des Gesamt-Argininumsatzes im Plasma aus. Wird dieser Wert mit
Angaben von CASTILLO ET AL. (1996) verglichen, so ergibt sich ein Ausmaß der
Kreatininsynthese von dem zehnfachen der NO-Synthese, ermittelt am Argininflux im
Plasma. Allerdings ist die Kreatininsynthese gegenüber der Harnstoffsynthese aus
Arginin weitaus geringer (HORNER ET
AL.,
1956). WOMACK
ET AL.
(1953) fanden bei
Untersuchungen an Ratten heraus, dass bei Arginin-freier Ration weniger Kreatinin
über den Harn ausgeschieden wurde.
Die Regulation der Kreatininsynthese erfolgt über die Beeinflussung des Enzyms
Arginin-Glycin-Transaminidase.
Das
Enzym
wird
hauptsächlich
durch
die
Konzentration von Kreatinin und Wachstumshormon in seiner Aktivität verändert: ist
der Spiegel von bGH niedrig oder der Gehalt an Kreatinin im Blut erhöht, so
vermindert sich die Aktivität des Enzyms und damit nachfolgend der Gehalt an
Kreatinin im Blutplasma (GUTHMILLER ET AL., 1994).
Verschiedene Autoren fanden eine Korrelation zwischen der Kreatinin-Ausscheidung
im Harn und der Muskelmasse (VAN NIEKERK
ET AL.,
1963; KREUZER
ET AL.,
1995).
Kreatinin ist kaum zu beeinflussen durch Protein- oder Energieschwankungen in der
Ration, allerdings wird über Einflüsse von Gesundheitsstatus und Geschlecht der
Tiere berichtet (ALBIN & CLANTON, 1966; KERTZ ET AL., 1970).
24
Literaturübersicht
2.3.5 Metabolische Effekte von Arginin
Supplementiertes Arginin induziert einen starken Anstieg des Hormons Insulin bei
Mensch (FLOYD, JR. ET AL., 1966) und Tier (HERTELENDY ET
CHEW ET AL., 1984; FLIGGER
ET AL.,
AL.,
1970; DAVIS, 1972;
1997). Von allen Aminosäuren hat Arginin den
stärksten insulinogenen Effekt (FLOYD, JR.
ET AL.,
1966). Arginin wird sogar als
Standarttest für die Untersuchung von Hormonsekretion genutzt (SASAKI
ET AL.,
1982).
Dem Mechanismus dieses Phänomens gingen BLACHIER, MALAISSE und SENER nach,
indem sie in vitro an Zellen Langerhansscher Inseln des Pankreas von Ratten die
Aufnahme, den Stoffwechsel und die Stimulation der Hormonfreisetzung durch
Arginin auf Zellebene untersuchten (BLACHIER
ET AL.,
1989; MALAISSE
ET AL.,
1989;
SENER ET AL., 1989; SENER ET AL., 1990).
Arginin wird ein positiver Effekt auf die Kollagensynthese bei der Wundheilung und
generell
auch
eine
Prävention
negativer
metabolischer
Auswirkungen
von
Verletzungen zugeschrieben (VISEK, 1986). Die schnellere Rehabilitation nach einem
Trauma durch zusätzliches Arginin wird durch die bessere Ammoniakentgiftung und
einer erhöhten Gewebesynthese gewährleistet (SEIFTER ET
AL.,
1978; BARBUL ET AL.,
1983). Auch bei Patienten mit Leberfunktionsstörungen werden hochdosierte ArgininInfusionlösungen eingesetzt, um den erhöhten Ammoniakspiegel abzubauen (FAHEY,
1957; GOLDSWORTHY ET AL., 1968; HERBERTZ ET AL., 1978).
25
Literaturübersicht
2.4
Aus
Zusammenfassung
der
Literatur
liegen
viele
generelle
Ergebnisse
zum
Protein-
und
Aminosäurestoffwechsel bei Wiederkäuern vor. Allgemein gültige Aussagen über
limitierende Aminosäuren sind jedoch schwer zu treffen und werden mit
verschiedenen
Methoden
ermittelt.
So
wurden
in
den
Literaturangaben
widersprüchliche Aussagen zu den erst- und colimitierenden Aminosäuren bei
Ruminanten vorgestellt.
Eine Übertragung über Kenntnisse von anderen Tierarten oder Leistungsparametern
bezüglich der limitierenden Aminosäuren ist nicht möglich. Die genannten
Versuchsergebnisse
werden
Energiegehalt
Ration,
der
durch
die
Faktoren
Abbaubarkeit
wie
des
Zusammensetzung
Rohproteins
und
und
die
Nutzungsrichtung und Herkunft der Tiere individuell beeinflusst.
Hinweise auf die limitierende Wirkung des Arginins finden sich in der Literatur
(s. 2.3.5).
Von großem Interesse ist dabei, ob durch eine alimentäre Arginin-Supplementation
die Argininversorgung des Tieres überhaupt verbessert werden kann. Wird nämlich
postruminal verabfolgtes Arginin nach Absorption in die Blutbahn in der Leber
vollständig oder zu einem großem Teil durch das Enzym Arginase umgesetzt, so
steht für die Proteinsynthese im Gewebe kein zusätzliches Arginin zur Verfügung
(Abb. 3).
26
Literaturübersicht
Abb. 3 Schematische Darstellung der Stoffwechselwege des Arginins
Von besonderem Interesse für diese Arbeit sind die hervorgehobenen Wege des Arginins
und die Frage, in welchem Umfang das Arginin von der Leber zu Harnstoff metabolisiert wird
bzw. die Leber unabgebaut passieren kann und in den Pool gelangt.
Cit Citrullin; ARG Arginase; AS AL Argininosuccinat-Synthase bzw. –Lyase;
Die Effekte von Arginin im Stoffwechsel von Säugetieren, insbesondere die NOSynthese, sind Gegenstand zahlreicher Untersuchungen. Aufgrund der vielfältigen
teilweise noch ungeklärten Wirkungsweisen von Arginin und deren Metaboliten
besteht auf vielen Gebieten Forschungsbedarf.
27
Literaturübersicht
Arbeiten über einen vergleichenden Einsatz von abomasaler und intravenöser
Arginin-Infusion über einen längeren Zeitraum bei wachsenden Bullen liegen bisher
nicht vor.
2.5
Schlussfolgerungen und Aufgabenstellung
Aus der Literaturanalyse zur Problematik der limitierenden Aminosäuren und der
Arginin-Effekte bei Wiederkäuern lassen sich folgende Schlussfolgerungen ziehen:
Die Bestimmung von erst- und colimitierenden Aminosäuren bei Wiederkäuern stellt
ein aktuelles Forschungsproblem dar. Das Ziel dabei ist, die Proteinversorgung der
Tiere zu optimieren und gleichzeitig die N-Emissionen der Tiere auf ein
umweltverträgliches Maß zu reduzieren.
Aus dem Vergleich des AS-Musters des duodenalen Proteins mit dem des
Körperproteins (Tab. 1) sowie des Argininbedarfs mit der absorbierten Argininmenge
(2.3.3) folgt, dass Arginin bei normaler Fütterung wachsender Bullen im Mangel sein
könnte, sofern die Eigensynthese von Arginin unzureichend ist.
Sollte die Anflutung von Arginin im Duodenum unzureichend sein, so erhebt sich die
Frage, inwiefern im Darm absorbiertes Arginin den Leberstoffwechsel (Abb. 3)
passieren und im peripheren Gewebe wirksam werden kann.
Ausgehend von diesen Ergebnissen wurden die Aufgabenstellung für die
vorliegenden Untersuchungen abgeleitet und Arbeitshypothesen formuliert. Dabei
war es das Ziel zu untersuchen, ob Arginin bei wachsenden Jungbullen eine
limitierende Wirkung auf den Proteinumsatz hat. Durch den Einsatz von abomasal
infundierten Arginin im Vergleich zu intravenös verabreichter Argininlösung sollten
die Effekte auf den N-Ansatz und auf andere Parameter des Protein- und ArgininStoffwechsels nachgewiesen werden. Darüber hinaus sollte geprüft werden, ob sich
während einer Arginin-Infusion der hormonelle Status der Tiere durch Arginin
beeinflussen lässt.
28
Literaturübersicht
Folgende Hypothesen sollten überprüft werden:
1. Arginin ist unter den gegebenen Vorraussetzungen die erstlimitierende
Aminosäure beim wachsenden Jungbullen. Durch Zufuhr von Arginin wird
erwartet, dass:
•
die N-Bilanz ansteigt
•
der Harnstoffumsatz und die Konzentration von Harnstoff im Plasma
reduziert werden
•
die Konzentration einzelner freier Aminosäuren im Plasma absinkt und
freies Arginin im Plasma mit Deckung des Bedarfs ansteigt.
2. Die Wirkung der Argininsupplementation hängt vom Applikationsort ab. Je
nach Infusionsort, ob abomasal oder intravenös, stellt sich
•
eine unterschiedlich hohe Konzentration von freiem Arginin im Plasma
und
•
eine ausgeprägte metabolische Wirkung von Arginin ein.
29
Material und Methoden
3
Material und Methoden
Im Rahmen der Untersuchungen wurden drei Experimente an je vier verschiedenen
Jungbullen durchgeführt. In jedem Experiment wurden vier Arginindosierungen durch
kontinuierliche Infusionen verabfolgt.
In den Experimenten I und II wurde die Argininlösung in den Labmagen infundiert,
während im Experiment III die Infusion intravenös erfolgte. Die Tierversuche wurden
in der Experimentalanlage „Friedrich Harms“ der Universität Rostock am Standort
Dummerstorf durchgeführt. Experiment I lag in dem Zeitraum von November 1999 bis
März 2000, Experiment II von April bis Juli 2000 und Experiment III von Januar bis
März 2001.
3.1
Versuchstiere
In jedem Experiment standen je vier Tiere der Rasse Deutsche Holstein gleicher
Herkunft und etwa im gleichen Lebendmasseabschnitt (zwischen 150 und 250 kg)
zur Verfügung.
Chirurgische Vorbereitung der Versuchstiere
Experiment I und II
Zur Verabfolgung des Arginins über den Verdauungstrakt wurde den Jungbullen in
Anlehnung an die von (MACLEOD
ET AL.,
1982) beschriebene Methode ein
Labmagenkatheter gelegt. Dabei wurde wie folgt vorgegangen:
Nach Vorbereitung des Operationsfeldes auf der rechten Seite erfolgt eine handbreit
hinter dem Rippenbogen eine Leitungs- und Infiltrationsanästhesie der Schnittlinie.
Durch den ca. 20 cm langen Schnitt wird der Labmagen aufgesucht und nahe dem
Pylorus an der Curvatura major ein 2-3 cm langer Schnitt gesetzt. Der
Silikonschlauch (Firma Aromando Medizintechnik GmbH, Düsseldorf) hat einen
inneren Durchmesser von 4,8 mm und wird auf eine Länge von 70 cm zugeschnitten.
An einem Ende wird eine Silikonscheibe mit einem Durchmesser von 3 cm am
Schlauch mit Silikonkleber (Elch Fugen Dicht Silicon, Firma Rhodia, Leverkusen)
fixiert. Zusätzlich befinden sich vor und hinter der Silikonscheibe je ein ca. 4 mm
breites Stück des Infusionsschlauchs, das mit einer Pinzette über den Schlauch
gelegt wurde. Dieses Ende wird nun in den Labmagen verbracht und ein
30
Material und Methoden
Ausrutschen
des
Schlauches
durch
die
Silikonscheibe
verhindert.
Eine
Tabaksbeutelnaht mit einem Polyesterfaden (0,6 mm, Firma Heiland) wird um die
Schnittstelle angelegt und zugezogen. Der Labmagen wird reponiert und der
Katheter an der Innenseite der Bauchwand nach dorsal in die Hungergrube geleitet.
Dort erfolgt ein kleiner Schnitt und der Silikonschlauch tritt zwischen letzter Rippe,
Hüfthöcker und den Dornfortsätzen der Lendenwirbel aus. Eine Fixation des
Katheters
in
der
Hungergrube
durch
einen
kleinen
Fistelverschluss
mit
Schraubgewinde hat sich allerdings als unpraktikabel erwiesen. Die Wunde wird
nach Schichten getrennt fortlaufend und die Haut durch Einzelhefte konventionell
verschlossen. Eine antibiotische Versorgung der Tiere erfolgte post operationem. Die
Rekonvaleszenz betrug 2-3 Wochen, währenddessen der Silikonschlauch täglich mit
60 ml Kochsalzlösung durchgängig gehalten wurde. Zur Überprüfung des
Gesundheitszustandes wurde täglich die Körpertemperatur gemessen. Einzelheiten
zur Infusionstechnik sind unter 3.2 beschrieben.
Experiment III
Den vier Jungbullen des dritten Experiments wurden folgendermaßen Venenkatheter
gelegt:
Die Haut im Bereich der Vena jugularis externa im cranialen Bereich der Drosselrinne
wird rasiert und entfettet. Der Venenverweilkatheter (Certofix© Mono B 430,
Firma Braun, Melsungen, BRD) wird in die Vene verbracht und mit zwei Hautheften
dorsal der Vene fixiert. Eine Heidelberger Verlängerung (Länge 30 cm, Firma Braun,
Melsungen, BRD) wird an den Katheter angeschlossen und seitlich am Hals bis in
den Nacken geführt und mittels Klebebinde (Elastoplast 10 cm breit, Firma
Beiersdorf AG, BRD) am Tier befestigt. Über die Klebebinde wird ein elastischer
Nierengurt (Größe M bzw. L, Firma Harro, BRD) zum Schutz des Katheters
angebracht. Auch in diesem Experiment wurde täglich die Körpertemperatur
kontrolliert. Die Erholungsphase nach Anlegen des Katheters betrug einen Tag.
Aufstallung
Die Tiere wurden einzeln in Stoffwechselständen (230 cm Länge mal 125 cm Breite,
die Liegefläche betrug 170 x 120 cm) auf Gummimatten gehalten. Die Stände
ermöglichten nach entsprechender Größeneinstellung ein quantitatives Erfassen von
Futteraufnahme, Harn- und Kotexkretion. Die Temperatur im Versuchsstall konnte
auf 20 ± 2 °C geregelt werden.
31
Material und Methoden
3.1.1 Versuchsanlage
In allen drei Experimenten wurden jeweils 4 Versuchsperioden durchgeführt. Die
Versuchsanlage (Tab. 4) erfolgte nach dem lateinischen Quadrat (4 x 4).
Tab. 4 Versuchsanlage aller Experimente
Experiment I
Experiment II
Experiment III
Periode Tier Arginindosis Periode Tier Arginindosis Periode Tier Arginindosis
1
2
3
4
83
84
87
93
83
84
87
93
83
84
87
93
83
84
87
93
g/d
0
*
18
6
6
18
0
12
12
0
6
18
18
6
12
0
1
2
3
4
g/d
18
12
6
0
0
18
12
6
6
0
18
12
12
6
0
18
14
15
20
26
14
15
20
26
14
15
20
26
14
15
20
26
1
2
3
4
30
36
43
46
30
36
43
46
30
36
43
46
30
36
43
46
g/d
0
6
12
18
12
18
6
0
18
12
0
6
6
0
18
0*
* Tier 84 konnte krankheitsbedingt in Periode 1 nicht eingesetzt werden
3.1.2 Fütterung und Rationsgestaltung
Die Fütterung der Tiere erfolgte zweimal täglich zu gleichen Teilen um 7.00 Uhr und
15.00 Uhr. Wasser stand den Tieren über Selbsttränken ständig zur Verfügung.
Es wurden folgende Futterkomponenten eingesetzt: Weizen- und Gerstenschrot,
Trockengrünpellets,
Trockenschnitzel
und
gehäckseltes
Weizenstroh.
Alle
Komponenten wurden nach den Richtlinien der Weender-Futtermittelanalyse auf ihre
Rohnährstoffzusammensetzung untersucht, die für alle Experimente in Tab. A 3
zusammengefasst ist.
32
Material und Methoden
Die Berechnung der umsetzbaren Energie (ME) wurde nach folgender Formel
(AFB, 1995) vorgenommen:
ME (MJ)= 0,0312*gvRfe+0,0136*gvRfa+0,0147*g(vOS-vRfe- vRfa)+0,00234*gRp
Die
Energiekonzentration
der
Ration
betrug
durchschnittlich
10,0
MJ/kg
Trockensubstanz (siehe auch Tab. A 2). Das Ernährungsniveau erreichte das 1,6bis 1,8-fache des energetischen Erhaltungsbedarfes. Zusammensetzung und
Nährstoffgehalt der Rationen sind Tab. 5 zu entnehmen. Die Erfassung der
Futterreste erfolgte jeden Morgen vor der Fütterung.
Tab. 5 Zusammensetzung und Nährstoffgehalt der Rationen
Futtermittel
Experiment I
Experiment II
Experiment III
g/kg TS
Stroh
103
104
107
Trockengrünpellets
196
201
198
Trockenschnitzel
274
274
270
Getreidemischung1
425
421
425
Energie [MJ ME/kg TS]
10,1
9,9
10,6
Rohprotein
115
125
118
Rohfaser
185
176
182
1
2
Zusammensetzung: 45,7% Gerste, 45,7% Weizen, 6,5% Sojaextraktionsschrot, 2,2% Mineralstoffe
2
Zusammensetzung: 72 % Ra, 13,5 % Natrium, 10,5 %Calcium, 5 % Phosphor, 4 % Magnesium,
500000 I.E. Vit. A, 50000 I.E. Vit. D3; 3000 mg Vit. E, 30000 mg Nicotinsäure
Die Halbtagesrationen wurden für die Vor- und Bilanzperiode in jedem Durchgang
(Periode) eingewogen und portioniert in Plastiktüten aufbewahrt.
Weitere Angaben zu den Rohnährstoffen und dem Aminosäuregehalt der Futtermittel
finden sich im Anhang der Arbeit (Tab. A 2,Tab. A 3,Tab. A 10).
33
Material und Methoden
3.2
Infusionstechnik
Die Höhe der unterschiedlichen Arginindosierungen von 0, 6, 12 und 18 g/Tier*d-1
begründet sich auf dem unter 5.5.6 berechneten Netto-Argininbedarf, Argininbedarf
am Duodenum und dem Argininfluss am Duodenum. Die höchste Dosierung von
18 g Arginin war zusammen mit dem im Futter aufgenommenen, und dem durch
mikrobielle Synthese bereitgestellten Arginin bedarfsdeckend für den in unseren
Experimenten kalkulierten Argininbedarf am Duodenum.
Die Supplementation von Arginin erfolgte durch abomasale bzw. intravenöse Infusion
von L-Argininmonohydrochlorid (für biochemische Zwecke, Merck, Art. Nr. 101543).
Das kristalline L-Argininmonohydrochlorid wurde in steriler Kochsalzlösung (0,9%,
Serum-Werk Bernburg AG, BRD) gelöst. Die Tagesdosis war in 60 ml enthalten. Zum
isonitrogenen Ausgleich erfolgte eine Verabreichung von Harnstoff (zur Analyse,
Laborchemikalien Apolda) auf folgender Basis:
Tab. 6 Isonitrogener Ausgleich der Arginindosierungen
Arginindosis (g/Tier*d-1)
Argininmonohydrochlorid (g/Tier*d-1)
Harnstoff (g/Tier*d-1)
0
6
12
18
0,0
7,26
14,53
21,79
13,36
8,24
4,20
0,0
Der Harnstoff wurde in den Experimenten I und II zusammen mit dem
Argininmonohydrochlorid in der Infusionslösung gelöst und abomasal verabreicht.
In Experiment III fand eine orale Verabreichung des Harnstoffs statt: der Harnstoff
wurde zweimal täglich gut im Mischfutter verteilt und so von den Tieren
aufgenommen.
Die Infusionslösungen bei diesem Experiment enthielten zusätzlich Heparin
(1000 I.E./l Lösung, Firma Braun, Melsungen) und wurden durch Spritzenfilter
(Porengröße 0,22 µm, Firma Roth) gegeben.
Die Infusion der Argininlösungen in den Labmagen bzw. in die Vena jugularis erfolgte
kontinuierlich über 24 Stunden mittels einer Präzisionspumpe (Multi-Phaser, Model
YA-12, Yale Apparatus, USA), in der eine 60-ml-Spritze eingespannt wurde, die
durch eine Polyethylen-Spiralleitung (200 - 300 cm lang, Lectrocath, Firma Vygon)
34
Material und Methoden
mit dem Katheter verbunden war. Die Länge der Spiralleitung war so bemessen,
dass sich die Tiere hinlegen konnten.
Die Spritzen wurden leer und gefüllt auf einer Oberschalenwaage (Firma Sartorius,
Modell L 2200) mit einer Genauigkeit von ± 0,1 g gewogen. Die Spritzen wurden
einmal täglich um 07.30 Uhr zurückgewogen und gewechselt. Dabei erfolgte eine
Spülung der Katheter mit physiologischer Kochsalzlösung.
Zur Untersuchung des Harnstoffumsatzes bzw. des Argininstoffwechsels erfolgte
eine Injektion von in steriler Kochsalzlösung gelöstem
ca. 50 mg/Tier in Exp. I und II) bzw.
Exp. III) und
13
C-Harnstoff (99 at-%
Vena jugularis externa
der
15
15
N2-Harnstoff (95 at-%
N-Arginin (95 at-%
13
Tiere.
15
15
N,
N, ca. 54 mg/Tier in
C, ca. 106 mg/Tier in Exp. III) in die
Die
genauen
Mengenangaben
der
Isotopenverabreichung finden sich im Anhang (Tab. A 11 bis Tab. A 14).
3.3
Probenahme und Probenaufbereitung
Nach einer 14-tägigen Adaptation der Tiere an die jeweilige Ration erfolgte die
Probenahme
in
den
Versuchsperioden
(Vorperiode
plus
Bilanzperiode)
folgendermaßen:
Experiment I und II:
Tab. 7 Probenahme
Infusion Markierung
15
Probenahme
13
Versuchsperiode
Tag
Uhrzeit
Arginin
Vorperiode
1-3
8:00
x
4
8:00
x
5
8:00
x
6 - 10
8:00
x
11
6:50
x
8:00
x
10:00
x
x
13:00
x
x
Bilanz
N bzw. C Kot
x
Harn
x
x
x
x
x
x
Blut
Leber
x
x
35
x
x
x
Material und Methoden
Experiment III:
Die Bilanzperiode war hier einen Tag kürzer, deshalb wurden die Blutproben am Tag
10 gewonnen, ebenso die Leberbioptate. Die Markierung mit
15
N-Arginin und
13
C-
Harnstoff erfolgte am Tag 4 der Versuchsperiode. Nullproben von Kot und Harn für
die Messung der natürlichen Anreicherung der stabilen Isotope wurden während der
Vorperiode gewonnen.
Die Wägung der Tiere zur Erfassung der Lebendmassezunahmen wurde in allen drei
Experimenten
vor
Beginn
der
Bilanzperioden
durchgeführt
(Tag
4
der
Versuchsperiode). Die Daten befinden sich im Anhang (Tab. A 1)
3.3.1 Probenahme von Futtermitteln, Kot und Harn
Die Beprobung der Futtermittel erfolgte während der Einwaage der Ration durch die
Entnahme aliquoter Mengen. Die gepoolte Probe wurde gemischt, bei 65 °C
getrocknet und über ein 1-mm-Sieb gemahlen (Typ Wiley, Firma Brabender). Die
Kotsammlung erfolgte quantitativ. Die Erfassung dauerte in jeder Periode 6 (Exp. I
und II) bzw. 5 Tage (Exp. III). Jeden Morgen wurde die über 24 Stunden gesammelte
Kotmenge mit einer Wägegenauigkeit von ± 10 g bestimmt. Von der gut
durchmischten Kotmenge wurden täglich 10 % über die gesamte Periode gesammelt
und bei 4°C aufbewahrt. Am Ende jeder Periode wurde diese Menge nochmals
durchmischt. Davon gelangten ca. 400 g zur Bestimmung der TS und des NGehaltes, ca. 1000 g wurden lyophilisiert.
Die
Harnsammlung
erfolgte
im
Stoffwechselstand
mittels
eines
Harnsammelbehälters, in dem sich zur Vermeidung von Stickstoffverlusten eine
Vorlage von 1:10 verdünnter 6 m HCl befand (ca. 500 ml). Darüber hinaus wurde
nach Harnabsatz der Tiere ständig mit weiteren Mengen der verdünnten Säure
gespült, so dass der Harn-pH im sauren Bereich lag. Ebenso wie bei der
Kotsammlung erfolgte jeden Morgen die Erfassung der Menge über 24 Stunden.
Nach der Wägung wurde eine Menge von 10 % in ein Sammelbehältnis gegeben und
bei 4°C aufbewahrt. Am Ende der Sammelperiode wurde dieser Harn gut
durchmischt und bis zur Laboranalyse eingefroren. Eine Probe des Tagesharns von
100 ml wurde täglich eingefroren.
36
Material und Methoden
3.3.2 Entnahme und Aufbereitung von Blutplasmaproben
Am letzten Tag der Bilanzperiode (Tag 11 bzw. Tag 10 bei Exp. III) wurden 4
Blutproben nach folgendem Schema aus der Vena jugularis externa gezogen:
1 h vor, 1 h nach und jeweils 3 und 6 h nach der Fütterung der Tiere. Jede
Probenahme entsprach einem Volumen von ca. 30 ml Blut, das in Monovetten
(Monovette 9 ml mit Lithium-Heparin, Firma Sarstedt, BRD) aufgefangen wurde. Die
Proben wurden sofort nach Probenahme in Eis gekühlt und zur Abtrennung des
Plasmas bei 3100 g für 10 min zentrifugiert (Zentrifuge T 23, Firma Janetzki, Leipzig).
Das gewonnene Plasma wurde in Eppendorfröhrchen abgefüllt und bis zur Analyse
bei –18°C tiefgefroren.
3.3.3 Leberbiopsie
Die Gewinnung von Lebergewebe erfolgte am lebenden Tier mittels Nadelbiopsie.
Hierzu wurde im Bereich des 9. – 10. Intercostalraumes eine 10 cm2 große Stelle
vorbereitet und lokal betäubt. Diese Stelle lag eine handbreit über einer gedachten
Linie zwischen Hüfthöcker und Ellenbogen. Nach Punktion der Haut mit einer Kanüle
(2,1 x 60 mm, Terumo) wurde die Biopsiekanüle (14 G, 2,1 x 152 mm, Dispomed)
geschlossen zwischen den Rippen hindurchgeführt und erst im Lebergewebe
geöffnet und das Bioptat gewonnen. Die Probe wurde sofort in ein Cryoröhrchen
(Cryovial© 4 ml, Euro Disposable Labware) überführt, gut verschlossen und im
flüssigen Stickstoff bzw. bei –70°C bis zur Analyse aufbewahrt.
Zur Gewinnung größerer Lebermengen für die Bestimmung des Proteingehalts
wurden Proben bei der Schlachtung entnommen und wie die anderen Leberproben
bis zur Analyse verwahrt.
37
Material und Methoden
3.4
Chemische Bestimmungsmethoden
Nährstoffe in Futter und Kot
Die Bestimmung der Rohnährstoffe im Futter und Kot erfolgte nach den Richtlinien
der Weender-Futtermittelanalyse (NAUMANN & BASSLER, 1993). Die Aminosäuren
wurden nach hydrolytischer Spaltung mit 6 m HCl (3 h bei 134 °C und 19,6 x 104 Pa.)
mittels HPLC bestimmt. Die schwefelhaltigen AS wurden vorher durch ein Gemisch
von H2O2 (30 %) und HCOOH (85 %) im Verhältnis 9:1 oxidiert.
N-Bestimmung in Kot und Harn
Die N-Bestimmung in Kot und Harn erfolgte nach der Kjeldahlmethode unter
Verwendung von Selenreaktionsgemisch als Katalysator (VON LENGERKEN &
ZIMMERMANN, 1991).
Harnstoff– und Ammoniak-N in Harn und Blut
Harnstoff- und Ammoniak-N in Harn und Blutplasma wurden mit Hilfe der
Mikrodiffusionmethode nach VOIGT & STEGER (1967) bestimmt. Der Harn wurde dazu
entsprechend verdünnt (1 : 4 mit Aqua dest.) und mit Natronlauge auf einen pH-Wert
von 6 eingestellt.
Isotopenmessungen
Die Bestimmung der relativen
15
N- und
13
C-Häufigkeit (Atom-%) in Harn-N und Harn-
C erfolgte nach Verbrennung der Proben in einem Elementanalysator (EA 1108,
FISONS Instruments) online mit einem Isotopen-Massenspektrometer (Delta S,
Finnigan MAT, Bremen). Für die Ermittlung der
15
N-Anreicherung im Harnstoff-N des
Harns wurde der N vorher nach ureolytischer Spaltung zu NH3 mittels Mikrodiffusion
(VOIGT & STEGER, 1967) als NH4-Salz isoliert. Um den
15
N- bzw.
(in Atom-%) zu erhalten, wurde von den in den Proben gemessenen
15
13
C-Exzess
N- und
13
C-
Werten der Wert der Nullprobe, der stets vor der Tracerapplikation entnommen
wurde, abgezogen.
38
Material und Methoden
Freie Aminosäuren, Kreatinin, Insulin und Glucose im Blut
Freie Aminosäuren im Blutplasma wurden nach Fällung des Proteins mit
Sulfosalicylsäure
mittels
HPLC
(Firma
Shimadzu)
säulenchromatographisch
(Kationentrennsäule LCA K06, Firma Grom Analytik + HPLC GmbH) bestimmt. Die
Auftrennung
der
freien
Aminosäuren
erfolgte
mit
Nachsäulenderivatisierung
(Anfärben mit Ninhydrin).
Die Bestimmung der Insulinkonzentration im Blutplasma erfolgte mit einem porcinem
Insulin 125I-RIA Kit (Linco Research, Inc, St. Charles, MO).
Der Kreatiningehalt in Harn und Blutplasma wurde (freundlicherweise von der Firma
Laboklin, Bad Kissingen) nach der Jaffe-Reaktion (HAWK ET AL., 1954) bestimmt.
Die
Bestimmung
der
Glucose
im
Vollblut
erfolgte
unmittelbar
nach
der
Blutprobengewinnung mit dem Glucometer Elite 2000 unter Nutzung von mit
Glucoseoxidase belegten Sensoren (Bayer Diagnostics, München).
Arginase im Lebergewebe
Die Bestimmung der Aktivität des Enzyms Arginase im Lebergewebe wurde
folgendermaßen realisiert:
Die Aufbereitung der tiefgefrorenen Probe (Homogenisierung und Aktivation) erfolgte
auf der Grundlage in der von BERGMEYER (1984) beschriebenen Methode:
Die Leberprobe wird gewogen und zusammen mit dem 19fachen an Puffer I (s.
unten) mit einem Potter-Elvehjem-Homogenisator (Firma Schütt Labortechnik,
Teflonpistill und Glasgefäss 2ml) 60 sec. bei 1000 rpm homogenisiert. Nach Zugabe
des Aktivationsmediums (0,5 ml einer 10 mmol/l Manganchlorid(II)-Lösung) erfolgt
eine 20 minütige Inkubation im Wasserbad bei 55°C. Danach wird die Probe mit Eis
auf unter 37°C heruntergekühlt und in Eppendorfbecher umgefüllt. In diesen wird die
Probe für 30 min bei 20 000 g und 4°C zentrifugiert (Biofuge 28 RS, Firma Heraeus).
Anschließend wird die Aktivität des Enzyms Arginase photometrisch (Photometer
Spectronic 601, Firma MiltonRoy) bestimmt. Dies erfolgte mit Chemikalien von der in
BERGMEYER (1983) beschriebenen Methode und unter Nutzung einer 1-cm-Küvette
aus Quarzglas bei 340 nm.
Die Messung mit dem Photometer sowie die Berechnung wurde nach der Methode
des zusammengesetzten Optischen Tests nach Warburg durchgeführt.
39
Material und Methoden
Benötigte Lösungen und Chemikalien
Puffer I:
Trishydroxymethylaminomethan 5 mmol/l, pH 7,5 einstellen mit
Salzsäure (1 mol/l). Zugabe von 198 mg Manganchlorid(II)*4H2O, ad
1000 ml mit Aqua dest.
Puffer II:
Trishydroxymethylaminomethan 0,2 mol/l, pH 8,6 einstellen mit
Salzsäure (1 mol/l). Ad 250 ml mit Aqua dest.
Aktivationsmedium: Lösen von 198 mg Manganchlorid(II)*4H2O in 100 ml Aqua dest.
Alle anderen Lösungen und verwendete Chemikalien sind der Methode von
BERGMEYER (1983) entnommen und dort beschrieben.
Tab. 8 Verwendete Chemikalien für die Arginase-Analytik
Chemikalie
Konzentration bzw. Spezifikation
Firma
L-Arginin
Gehalt ≥ 99%
Merck
NADH
60 mg
Merck
GLDH
100 U/mg, 100 U in 50%iger Glycerinlösung
Serva
Urease
aus Schwertbohnen, 1000 U/ml in 50%iger Glycerinlösung
Merck
Oxoglutarat
25 g
Serva
Bovines Wachstumhormon und IGF-1 im Blut
Die Bestimmung von bovinem Wachstumshormon erfolgte nach REHFELDT
ET AL.
(2001a).
IGF-1 wurde nach der von REHFELDT ET AL. (2001b) beschriebenen Methode, mit den
folgenden Modifikationen bestimmt:
Receptor grade recombinant hIGF-1 (GPB, Mediagnost, Reutlingen) diente als
Standard.
Rabbit-anti-IGF-1 (Biotrend GmbH, Köln) wurde als erster Antikörper verwendet.
Konzentrationen von IGF-1 wurden in dreifacher Bestimmung von 25 µL extrahierter
Probe (ausgehend von der Extraktion einer 50-µL Plasmaprobe nach dem DSL
Extraktionsprotokoll für IGF-1) ermittelt.
40
Material und Methoden
3.5
Datenauswertung
3.5.1 N-Bilanz
Für die Berechnung der N-Bilanz (N-Ansatz) wurde die Differenz zwischen der NAufnahme und der N-Ausscheidung in Kot und Harn gebildet.
3.5.2 Harnstoffumsatz
Die Berechnung des Harnstoffumsatzes erfolgte auf der Grundlage des in Abb. 4
dargestellten Modells aus den Ergebnissen der Isotopenverteilungsanalyse und der
N-Bilanz. Dabei wird davon ausgegangen, dass der Eintritt des Harnstoffs in den
Körperpool durch die Synthese im Harnstoffzyklus der Leber, der Abfluss über den
Harn sowie Abbau im Verdauungstrakt erfolgt. Aus letzterem gelangt über den
Abbau von markierten mikrobiell synthetisierten Aminosäuren im Gewebe wieder ein
Teil des Harnstoff-N in den Körperpool (Recycling). Im Fließgleichgewicht halten sich
der Eintritt und der Abfluss die Waage. Der Abfluss entspricht somit dem gesamten
Flux durch den Pool. Dabei wird der Harnstoffpool in der Zeiteinheit mehrmals
umgeschlagen. Mit
15
N oder
13
C markierter in den Pool eingebrachter Harnstoff fließt
nach einer zu erwartenden homogenen Verteilung in den Körperflüssigkeiten analog
wie der sich im Pool befindliche unmarkierte Harnstoff über beide Wege ab. Der
bzw.
13
C-Anteil
(in
%)
der
in
den
Pool
eingebrachten
Markerdosis
15
N-
im
ausgeschiedenen Harnstoff des Harns entspricht dem Anteil der insgesamt aus dem
Körperpool verschwundenen und nicht wieder in den Pool zurückfließenden
Harnstoffmenge (irreversible loss oder Harnstoffumsatz). Der Harnstoffumsatz wurde
in Anlehnung an die von NEGESSE (1998) beschriebenen Methode bestimmt, bei der
die in der Zeiteinheit (24 h) im Harn ausgeschiedene Harnstoff-N bzw. Harnstoff-CMenge durch den im Harn nach 96 h wiedergefundenen Markeranteil dividiert wurde:
Harnstoffumsatz (g/d) =
Harnstoff im Harn [g/d] x 100
Markerante il im Harn [% der Dosis]
41
Material und Methoden
3.6
Statistik
Die Untersuchungsergebnisse aller Experimente wurden mit dem Programm SAS
6.12 statistisch ausgewertet.
Die Berechnung erfolgte mit der Prozedur PROC MIXED, bei der die Werte mit
wiederholter Probenahme als „repeated measurements“ behandelt wurden.
Der Prozedur Mixed liegt das allgemeine gemischte Modell
y=xβ+zγ+δ
zu grunde, wobei
y = Beobachtungsvektor
x, z = Designmatrizen
β = Vektor der festen Effekte
γ = Vektor der zufälligen Effekte
δ = zufällige Resteffekte
 γ 0
mit E  =  ,
δ 0
 γ   G0 
Var   = 
,
 δ   0R 
und somit
Var (g) = V = zGz’ + R
sind.
Da keine zufälligen Effekte verwendet wurden reduziert sich das Modell um den
Term z γ, und Var (g) = V = R.
Es wurden Typ 3 Tests der festen Effekte mittels Prüfung der Hypothese
H0 : L β = 0 durchgeführt.
Mit der Prozedur PROC MIXED wird zunächst eine Typ III L Matrix für jeden Effekt
berechnet, die dann Grundlage für die Aufstellung der folgenden F-Statistik ist:
Wobei
β
der Vektor der geschätzten festen Effekte und
V
die geschätzte Kovarianzmatrix sind.
42
Material und Methoden
Die F-Statistik genügt einer F-Verteilung mit NDF (Zeilenrang von L) und DDF
Freiheitsgraden.
Der P-Wert für diesen Test wird berechnet aus den Schwänzen der entsprechenden
Verteilung mit NDF (numerator degrees of freedom ) und DDF (denominator degrees
of freedom) Freiheitsgraden. Kleine P-Werte (p < 0,05 oder 0,1) signalisieren einen
signifikanten Einfluss.
Als feste Effekte gingen in die Berechnung ein:
Bei allen Parametern mit wiederholter Probenahme (z.B. alle Blutparameter):
Arginindosis , Applikation1 , Probenahme , Arginindosis * Applikation ,
Arginindosis * Probenahme , Applikation * Probenahme ,
Arginindosis * Applikation * Probenahme
und
Arginindosis , Experiment , Probenahme , Arginindosis * Experiment ,
Arginindosis * Probenahme , Experiment * Probenahme ,
Arginindosis * Experiment * Probenahme
Bei allen Parametern mit einfacher Probenahme (z.B. Harn- und Kotparameter):
Arginindosis , Applikation , Arginindosis * Applikation
und
Arginindosis , Experiment , Arginindosis * Experiment
1
mit Applikation ist hier der unterschiedliche Infusionsort gemeint (abomasal oder
intravenös), damit werden die ersten beiden Experimente zusammengefasst und mit
dem dritten Experiment verglichen.
Regressionsanalysen wurden mit der SAS-Prozedur "PROC REG" durchgeführt.
43
Ergebnisse
4
Ergebnisse
Die im folgenden Kapitel dargestellten Ergebnisse sind bis auf wenige Ausnahmen
die Mittelwerte (s. 3.6) mit ihren Standardfehlern von vier Tieren je Experiment. Die
Auswertung der drei Experimente erfolgte in der Regel getrennt voneinander. Tier 84
schied in Experiment I krankheitsbedingt in der ersten Periode aus, deshalb ist in
diesem Experiment für 12 g Arginin n = 3. Im Experiment III erhielt Tier 46 aus
versuchstechnischen Gründen nicht die Arginindosis 12 g, sondern zum zweiten Mal
0 g Arginin. Deshalb sind in diesem Experiment für 12 g Arginin n = 3 und für die
Dosis 0 g Arginin n = 5.
Die experimentellen Primärdaten für jedes Tier sind im Anhang zu finden.
4.1
Die
Lebendmasse der Tiere während der Experimente
mittlere
Lebendmasse
der
Versuchstiere
während
des
gesamten
Versuchszeitraumes ist in Tab. 9 dargestellt. Die Daten für die Einzeltiere finden sich
in Tab. A 1.
Auf eine detaillierte Auswertung der Lebendmassezunahmen wurde verzichtet.
Tab. 9 Mittlere Lebendmasse der Versuchstiere
bei abomasaler (Exp. I + II) bzw. intravenöser (Exp. III) Arginin-Infusion
Experiment
Arginindosis
g/d
0
6
121
18
LM
kg
227 ± 11
226 ± 10
232 ± 9
222 ± 8
II
0
6
12
18
194 ± 11
190 ± 10
191 ± 8
193 ± 8
III
02
6
121
18
173 ± 10
171 ± 9
167 ± 9
172 ± 8
I
Mean ± SE; n = 4;( 1 n = 3; 2 n = 5)
44
Ergebnisse
4.2
Untersuchungen zu Futteraufnahme und Exkretion
4.2.1 Trockensubstanz- und Energieaufnahme
In den Experimenten unterschieden sich die Trockenmasse- und Energieaufnahme
dadurch, dass die Tiere eine etwas unterschiedliche Lebendmasse hatten. Die
durchschnittliche TS-Aufnahme je Tier und Tag betrug in Exp. I 4,4 kg, in Exp. II
3,5 kg und in Exp. III 4,0 kg. Bezogen auf je 100 kg LM errechnet sich eine TSAufnahme von 1,94 kg (Exp. I), 1,82 kg (Exp. II) und 2,34 kg (Exp. III). Unterschiede
erklären sich durch Differenzen im Verzehrsvermögen der Tiere, das in den
Experimenten ausgeschöpft werden sollte.
Die durchschnittliche Energieaufnahme der Tiere betrug je Tag 44,1 MJ (Exp. I),
34,6 MJ (Exp. II) und 41,7 MJ (Exp. III) und je 100 kg LM 19,4 MJ (Exp. I), 18,0 MJ
(Exp. II) und 24,4 MJ pro Tag (Exp. III).
Die Daten für jedes Tier sind im Tabellen-Anhang zu finden (Tab. A 2).
45
Ergebnisse
4.2.2 Rohnährstoff-Aufnahme
Die Aufnahme an Rohnährstoffen aus dem Futter und die Ausscheidung über den
Kot wurde anhand der Rohnährstoffgehalte der Rationskomponenten und im Kot
sowie der Futteraufnahme und der Kotmenge ermittelt (siehe Tab. A 3). Die mittleren
Mengen in den Experimenten sind in Abhängigkeit von der Arginindosis in der
folgenden Tabelle dargestellt.
Tab. 10 Mittlere Aufnahme der Rohnährstoffe
bei abomasaler (Exp. I + II) bzw. intravenöser (Exp. III) Arginin-Infusion
Experiment
Arginindosis
OS
I
0
6
121
18
II
III
Mean ; n = 4;(
1
n = 3;
Rfa
Rfe
NfE
4126
4128
4151
4116
Rp*
g/d
502
499
500
501
810
802
812
800
88.1
87.6
87.4
87.9
2726
2739
2752
2728
0
6
12
18
3250
3227
3250
3250
434
432
434
434
609
597
609
609
62.4
62.2
62.4
62.4
2144
2135
2144
2144
02
6
121
18
3681
3671
3691
3689
469
469
470
469
671
664
672
675
72.1
70.9
68.9
71.6
2469
2468
2480
2473
2
n = 5); *Infundierte N-Menge ist nicht enthalten.
46
Ergebnisse
4.2.3 Scheinbare Verdaulichkeit
Rohnährstoffe
Die insgesamt verdauten Rohnährstoffe wurden aus der Differenz zwischen
Aufnahme mit dem Futter und Ausscheidung mit dem Kot berechnet. Da im Kot
beträchtliche Anteile von endogener organischer Substanz und Mikroben enthalten
sind, handelt es sich dabei um die Werte der scheinbaren Verdaulichkeiten der
einzelnen Rohnährstoffe. Diese Ergebnisse sind in Tab. 11 zusammengestellt.
Während zwischen den Experimenten I und II weitestgehend Übereinstimmung
herrscht, liegen die Werte von Exp. III deutlich höher und unterscheiden sich
signifikant zu den Werten der Labmagen-Infusion (p < 0,04). In keinem der
Experimente ist ein Einfluss der Arginindosis auf die Verdaulichkeit zu erkennen.
Tab. 11 Scheinbare Verdaulichkeit der Rohnährstoffe
bei abomasaler (Exp. I + II) bzw. intravenöser (Exp. III) Arginin-Infusion
Exp.
Arginindosis
g/d
0
6
121
18
OS
Rp
71,0 ± 2,6
72,5 ± 2,6
69,6 ± 3,0
70,7 ± 2,5
II
0
6
12
18
III
02
6
121
18
I
Rfe
NfE
53,7 ± 2,7
57,7 ± 2,7
55,2 ± 3,1
55,8 ± 2,7
Rfa
%
58,5 ± 4,6
58,5 ± 5,0
53,4 ± 5,6
54,3 ± 4,6
50,0 ± 3,0
51,8 ± 1,1
52,5 ± 3,7
51,3 ± 2,3
78,7 ± 0,9
82,1 ± 1,0
78,1 ± 1,1
80,0 ± 0,7
69,8 ± 2,6
70,9 ± 2,6
70,8 ± 2,6
71,3 ± 2,5
55,5 ± 2,7
57,0 ± 2,7
57,8 ± 2,7
57,7 ± 2,7
53,2 ± 4,6
54,0 ± 5,0
54,8 ± 4,9
55,6 ± 4,5
42,1 ± 3,0
44,9 ± 1,2
48,4 ± 3,3
47,4 ± 2,1
78,6 ± 0,6
78,0 ± 0,6
78,0 ± 0,6
80,9 ± 0,6
76,5 ± 2,4
75,8 ± 2,6
73,4 ± 3,0
75,6 ± 2,5
61,1 ± 2,5
59,9 ± 2,6
61,7 ± 3,1
61,7 ± 2,6
64,6 ± 4,1
63,4 ± 5,0
58,7 ± 5,6
63,1 ± 4,5
52,3 ± 2,9
53,3 ± 1,2
55,7 ± 3,6
51,6 ± 2,0
82,6 ± 0,7
81,6 ± 0,7
80,8 ± 0,8
80,8 ± 0,7
Mean ± SE; n = 4;( 1 n = 3; 2 n = 5)
47
Ergebnisse
Aminosäuren
Sammelmischproben
der
eingesetzten
Futtermittel
wurden
auf
ihre
Aminosäuremuster untersucht. Ebenso wurden Mischproben von den nach
Arginindosen geordneten gefriergetrockneten Kotproben analysiert.
In Tab. 12 sind Ergebnisse zu der scheinbaren Verdaulichkeit der Aminosäuren
zusammengestellt. Bei der Berechnung wurde in den Exp. I und II beim Arginin
zusätzlich zur Aufnahme mit dem Futter die jeweils applizierte Dosis der ArgininInfusion berücksichtigt.
Die scheinbare Verdaulichkeit wurde bei den Aminosäuren durch die Höhe der
Arginin-Infusion nicht beeinflusst. Nur bei Arginin lassen sich große Unterschiede
erkennen:
Bei allen Experimenten liegt der Ausgangswert der scheinbaren Verdaulichkeit
zwischen 70 und 74 %. Bei Exp. I und II steigt die scheinbare Verdaulichkeit des
Arginins erwartungsgemäß mit steigender abomasaler Arginin-Supplementation an.
Die Werte beginnen bei einem Ausgangswert von 73,4 (Exp. I) bzw. 69,7 % (Exp. II)
und erhöhen sich dann kontinuierlich bis auf 86,1 (Exp. I) bzw. 86,4 % (Exp. II) bei
der höchsten Arginindosis 18 g/d.
Die Abweichung einzelner Aminosäuren zwischen den Experimenten (z.B. Alanin in
Exp. II) kann nicht erklärt werden.
Die intravenöse Infusion zeigt dagegen, wie erwartet, keine nennenswerten
Änderungen in der Aminosäurebilanz im Verdauungstrakt.
48
Ergebnisse
Tab. 12 Scheinbare Verdaulichkeit der Aminosäuren in %
Arginindosis g/Tier*d-1
0
6
12
18
Asparaginsäure
52.8
56.6
55.7
53.5
I
Threonin
49.9
53.6
50.9
49.9
Serin
65.0
67.6
65.7
65.4
Glutaminsäure
77.1
79.8
76.6
77.7
Glycin
54.4
58.1
55.9
54.4
Alanin
44.2
49.7
43.7
41.0
Valin
57.1
59.0
56.3
55.9
Isoleucin
63.4
67.5
64.4
62.5
Leucin
68.4
71.7
68.5
67.7
Tyrosin
62.6
67.1
63.0
60.6
Phenylalanin
73.4
77.8
72.9
70.7
Histidin
69.7
72.0
70.6
70.4
Lysin
45.3
49.2
47.8
45.7
Arginin
73.4
81.1
84.0
86.1
Prolin
81.5
82.8
82.1
81.5
Cystin
56.2
59.9
57.4
57.2
Methionin
49.2
53.9
53.6
50.5
Asparaginsäure
50.6
51.9
52.9
55.3
II
Threonin
47.6
48.2
48.8
51.0
Serin
62.7
63.6
63.9
65.0
Glutaminsäure
76.8
77.2
77.2
77.3
Glycin
51.3
53.5
53.9
56.7
Alanin
33.4
50.4
37.0
39.0
Valin
51.9
53.3
54.5
55.7
Isoleucin
53.0
54.0
55.6
56.8
Leucin
61.5
62.6
63.6
64.4
Tyrosin
56.4
54.4
59.5
57.8
Phenylalanin
63.3
64.1
64.9
65.6
Histidin
69.3
70.0
71.4
71.9
Lysin
45.1
45.5
50.9
51.5
Arginin
69.7
77.3
82.9
86.4
Prolin
79.6
79.9
80.8
81.6
Cystin
54.5
57.4
56.1
59.5
Methionin
48.4
52.0
53.6
52.7
Asparaginsäure
60.2
57.9
58.9
59.2
III
Threonin
58.3
56.5
56.8
57.0
Serin
70.3
68.7
69.4
69.2
Glutamat
80.9
80.1
79.9
80.2
Glycin
60.6
59.2
59.0
59.8
Alanin
57.0
56.9
57.5
60.0
Valin
61.6
59.5
58.4
60.2
Isoleucin
62.8
61.3
62.3
61.8
Leucin
69.6
68.4
68.8
68.2
Tyrosin
65.8
64.8
63.4
63.2
Phenylalanin
70.5
69.5
69.5
69.3
Histidin
75.7
74.5
74.3
74.5
Lysin
56.9
54.6
55.8
54.5
Arginin
74.5
72.9
72.8
72.3
Prolin
84.3
83.4
83.2
83.4
Cystin
66.3
62.4
62.7
64.1
Methionin
58.6
59.7
60.5
61.9
Die Berechnung erfolgte auf Analysenwerten der gepoolten Kotproben, so dass auf die Angaben der
Streuung verzichtet wurde.
Exp.
Aminosäure
49
Ergebnisse
4.3
Stickstoff-Bilanz
Anhand der N-Stoffwechseldaten sollte der Einfluss der Arginin-Infusion auf die NExkretion und den N-Ansatz der Tiere untersucht werden. Für die Aufstellung von NBilanzen war die Kenntnis der durch das Futter und die Infusion aufgenommenen
bzw. mit Kot und Harn ausgeschiedenen N-Mengen notwendig. Die quantifizierten
Werte sind getrennt nach Experimenten zusammengestellt (Tab. 13). Die
Experimente I und II repräsentieren die Wirkung des abomasal infundierten,
Experiment III die des intravenös applizierten Arginins.
Die Harn-N-Exkretion sinkt mit steigender Arginin-Infusion in allen Experimenten ab.
In Exp. I wird die höchste Änderung von 0 g auf 12 g mit 16 % beziffert. In den
anderen Experimenten ist die Differenz nicht so groß, in Exp. II beträgt sie maximal
7 % (von 0 g mit einem Ausgangswert von 17,0 g auf 15,8 g bei der Dosis 18 g
Arginin) und in Exp. III 10 % (von 20,1 g auf 18 g N pro Tag).
Die Ausscheidung von Kot-N wurde durch die Arginin-Infusion nur unwesentlich
beeinflusst und ist mit Werten von 36 g in Exp. I bzw. 27 bis 29 g N in Exp. II und III
pro Tier und Tag notiert. Je kg TS ergeben sich Werte zwischen 7,1 und 8,4 g Kot-N,
die in allen Experimenten nur geringfügig schwanken und nicht durch die ArgininZufuhr verändert wurden.
Die Wirkung des Arginins zeigte sich im N-Ansatz in allen Experimenten durch eine
tendenzielle Erhöhung. Diese Erhöhung weist sowohl bei abomasaler als auch bei
intravenöser Infusion eine Differenz von 2-3 g N pro Tier und Tag von der Dosis 0 g
Arginin zur höchsten Dosis auf, ist jedoch statistisch nicht zu sichern.
So erhöhte sich der N-Ansatz in Exp. I von 30 g N auf rund 34 g N bei der Dosis
12 g, dann erniedrigt sich dieser Wert allerdings auf 32 g bei der Dosis 18 g Arginin.
In Exp. II lässt sich eine kontinuierliche Steigerung von 29,5 g auf 32,1 g N/d
beobachten. Bei der intravenösen Infusionsart erfolgte eine Erhöhung des NAnsatzes um ca. 5 % von 32, 8 g auf 34,4 g N pro Tier und Tag.
50
Ergebnisse
Tab. 13 N-Bilanz in g/Tier*d-1
bei abomasaler (Exp. I+II) bzw. intravenöser (Exp. III) Arginin-Infusion
Experiment Arginindosis N-Aufnahme*
g/d
0
86,1 ± 0,7
I
6
85,6 ± 0,7
1
85,8 ± 0,8
12
18
85,9 ± 0,7
N-Exkretion
Harn-N
Kot-N
18,7 ± 2,7
36,7 ± 1,5
18,3 ± 2,6
34,2 ± 1,7
15,7 ± 3,1
36,3 ± 1,6
16,8 ± 2,5
36,6 ± 1,4
N-Ansatz
30,3 ± 2,6
33,0 ± 2,9
33,9 ± 3,6
32,2 ± 2,5
II
01
6
12
18
75,6 ± 0,8
75,2 ± 0,7
75,0 ± 0,7
75,2 ± 0,7
17,0 ± 2,6
17,1 ± 2,6
16,2 ± 2,7
15,8 ± 2,4
29,7 ± 1,7
27,9 ± 1,7
27,3 ± 1,4
27,3 ± 1,4
29,5 ± 3,0
30,2 ± 3,0
31,5 ± 3,1
32,1 ± 2,4
III
02
6
121
18
80,9 ± 0,5
80,8 ± 0,7
81,0 ± 0,8
80,9 ± 0,7
20,1 ± 2,3
19,0 ± 2,2
18,6 ± 3,1
18,0 ± 2,4
28,4 ± 1,4
29,2 ± 1,6
29,3 ± 1,6
28,5 ± 1,4
32,8 ± 2,0
32,6 ± 2,7
33,4 ± 3,5
34,4 ± 2,4
Mean ± SE; n = 4;( 1 n = 3; 2 n = 5); * Einschließlich Infusion.
51
Ergebnisse
4.4
Untersuchungen zum Harnstoff-Stoffwechsel
4.4.1 Harnstoffumsatz
Um Erkenntnisse über den Harnstoff-Stoffwechsel während der Arginin-Infusion zu
erhalten, wurden den Tieren in den Experimenten I und II
15
N-Harnstoff intravenös
verabreicht. Bei der Isotopenverdünnungsmethode wird davon ausgegangen, dass
sich der verabreichte
15
N-Harnstoff im Körperharnstoffpool verteilt und sich wie
körpereigener Harnstoff verhält. Der für das Tier überschüssige Harnstoff wird
hauptsächlich über den Harn ausgeschieden und im Magen-Darm-Trakt (MDT)
abgebaut sowie teilweise über den Kot ausgeschieden. Ein Maß für den HarnstoffUmsatz im Körper stellt der Irreversible loss (die Berechnung findet sich unter 3.5.2)
dar. Als Irreversible loss oder irreversiblen Verlust wird die Menge bezeichnet, die
den Körperharnstoffpool verlässt, ohne wieder einzuströmen. Wird davon der im
Harn exkretierte Harnstoff-N abgezogen, so erhält man die Menge an Harnstoff, die
einem Abbau im Magen-Darm-Trakt unterlag.
Exkretionsrate
im Urin
Harnstoff-Pool
Eintrittsrate
im Organismus
Austrittsrate
Recycling
Verwertungsrate
Irreversible loss
Abbaurate MDT
im Organismus
Abb. 4 Harnstoff-Umsatz
52
Ergebnisse
Signifikante Änderungen lassen sich weder für den irreversiblen Verlust noch den
Abbau im Magen-Darm-Trakt feststellen (Tab. 14). Allerdings ist eine Tendenz zu
einem niedrigeren Harnstoff-Umsatz durch erhöhte Argininzufuhr in beiden
Experimenten zu beobachten. Zusammengefasst sinkt der irreversible Verlust von
26,1 g auf maximal 22,9 g pro Tag bei der Dosierung 12 g Arginin (das entspricht ca.
12 %). Bei 18 g Arginin steigt der Wert wieder etwas an auf 23,4 g pro Tag. Werden
die Werte auf metabolische Körpermasse bezogen, so findet sich die eben
beschriebene Tendenz wieder.
Beim Abbau im Magen-Darm-Trakt ist in der Zusammenfassung der Experimente I
und II ebenfalls ein Absinken der Werte mit steigender Argininzufuhr zu beobachten
(von 20,1 g auf 17,8 g), dann erfolgt jedoch wieder ein Anstieg mit Annäherung an
den Ausgangswert (19,6 g bei der Dosis 18 g Arginin). Bezogen auf metabolische
Körpermasse lässt sich allerdings keine gerichtete Beeinflussung durch Arginin
feststellen (Tab. 14).
Tab. 14 Harnstoff -Umsatz nach abomasaler Arginin-Infusion (Exp. I + II)
Exp. Arginindosis
Irreversible Loss
Abbau Magen-Darm-Trakt
g/d
g/d
g/kg LM 0,75
g/d
g/kg LM 0,75
I
0
6
121
18
26,0 ± 4,5
25,3 ± 4,6
20,6 ± 5,6
24,6 ± 4,7
0,44 ± 0,07
0,43 ± 0,07
0,35 ± 0,10
0,42 ± 0,08
21,2 ± 2,6
19,7 ± 3,0
17,8 ± 3,2
21,7 ± 3,1
0,36 ± 0,04
0,34 ± 0,06
0,30 ± 0,07
0,37 ± 0,06
II
0
6
12
18
26,3 ± 4,5
21,6 ± 4,6
24,6 ± 4,9
22,6 ± 4,7
0,51 ± 0,07
0,43 ± 0,07
0,48 ± 0,09
0,44 ± 0,08
19,1 ± 2,6
16,0 ± 3,1
20,0 ± 2,9
18,4 ± 3,2
0,37 ± 0,04
0,32 ± 0,06
0,40 ± 0,06
0,36 ± 0,06
I + II
0
6
122
18
26,1 ± 3,2
23,4 ± 3,3
22,9 ± 3,7
23,5 ± 3,3
0,48 ± 0,09
0,43 ± 0,09
0,42 ± 0,10
0,43 ± 0,09
20,1 ± 1,8
17,8 ± 2,1
19,3 ± 2,2
19,6 ± 2,1
0,36 ± 0,03
0,33 ± 0,04
0,36 ± 0,05
0,36 ± 0,04
Mean ± SE; n = 4;( 1 n = 3); Für Exp. I + II ist n = 8 bzw. 2 n = 7.
53
Ergebnisse
In Experiment III wurde statt des
15
N-Harnstoffs als Marker
Dieser unterliegt den gleichen Umsetzungen wie
Unterschied zu
15
15
13
C-Harnstoff eingesetzt.
N markierter Harnstoff. Im
N-Harnstoff geht die Markierung im Verdauungstrakt infolge der
Hydrolyse zu CO2 verloren, da dieses abgeatmet wird. Das Recycling des Harnstoffs
(siehe Abb. 4) kann somit nicht verfolgt werden. Ein gerichteter Einfluss der ArgininInfusion auf den irreversiblen Verlust ist nicht deutlich zu erkennen, weder in den
Angaben in g pro Tag noch bezogen auf die metabolische Lebendmasse. Denn
zunächst sinken die Werte bei 6 g Arginin etwas ab (von 13,3 g auf 12,6 g), dann
erfolgt ein relativ steiler Anstieg um 33 % auf einen Wert von 17 g. Bei der Dosis 18 g
Arginin liegen die Werte bei beiden Darstellungsvarianten beim Ausgangswert.
Tab. 15 Harnstoff -Umsatz nach intravenöser Arginin-Infusion (Exp. III)
Exp. Arginindosis
g/d
02
III
6
121
18
Irreversible Loss
g/d
g/kg LM 0,75
13,3 ± 3,7
0,30 ± 0,04
12,6 ± 4,6
0,27 ± 0,07
17,0 ± 5,6
0,38 ± 0,10
13,6 ± 4,6
0,30 ± 0,07
Mean ± SE; n = 4;( 1 n = 3; 2 n = 5)
54
Ergebnisse
4.4.2 Harnstoffspiegel im Plasma
Der Harnstoffgehalt im Plasma kann die Verwertung der Aminosäuren widerspiegeln.
Wie in Tab. 16 zu sehen, sinkt der Plasmaspiegel des Harnstoffs in den
Experimenten II und III mit steigender Arginindosis. In Experiment III lassen sich
diese Änderungen statistisch sichern (p< 0,1). In Exp. I ist kein gerichteter Einfluß der
Arginindosis auf den Harnstoffgehalt im Plasma sichtbar.
Obwohl in Experiment II eine Differenz von 17 % zwischen 0 und 18 g Arginin auftritt,
ist diese Änderung statistisch nicht signifikant.
Tab. 16 Harnstoffkonzentration im Blutplasma
bei abomasaler (Exp. I + II) bzw. intravenöser (Exp. III) Arginin-Infusion
Experiment
Arginindosis
Harnstoffgehalt
g/d
0
6
121
18
mmol/l
1,18 ± 0,16
1,20 ± 0,13
1,14 ± 0,07
1,18 ± 0,08
II
0
6
12
18
1,81 ± 0,17
1,65 ± 0,14
1,58 ± 0,07
1,51 ± 0,12
III
02
6
121
18
1,87a ± 0,12
1,62b ± 0,08
1,56bc ± 0,07
1,47c ± 0,11
I
Mean ± SE; n = 4;( 1 n = 3; 2 n = 5); Verschiedene Buchstaben bedeuten
signifikante Unterschiede (p< 0,1).
55
Ergebnisse
4.5
Freie Aminosäuren im Blutplasma
Die Mittelwerte der freien Aminosäuren im Blutplasma sind in Tab. 17
zusammengestellt. Auf Arginin, das in allen Experimenten signifikant ansteigt, wird
im nächsten Punkt (4.5.1) noch detailliert eingegangen.
Nur einige Aminosäuren werden durch die Arginin-Infusion verändert, überwiegend
erfolgt jedoch keine bzw. keine gerichtete Veränderung:
In Experiment I sind dies neben Arginin nur Serin, Isoleucin und Lysin. Arginin im
Plasma steigt kontinuierlich von einem Wert von 20,4 auf 33,9 µg/ml an, diese
Erhöhung ist mit p < 0,1 signifikant. Die Plasmakonzentration von Serin sinkt
zunächst etwas ab und steigt dann von 8,4 auf 9,3 µg/ml Plasma. Isoleucin im
Plasma verändert sich unter dem Einfluss einer Arginin-Infusion zunächst nur wenig,
dann erfolgt von der Dosis 6 g zu 12 g ein signifikanter Abfall (p< 0,07) und
anschließend wieder ein Anstieg auf einen Endwert von 12 µg/ml Plasma, der nur
wenig von dem Ausgangswert abweicht. Der Lysingehalt erhöht sich maximal um 6
µg/ml Plasma von 24,4 zu 30,5 µg/ml und ist auf der Stufe p < 0,02 signifikant (Dosis
0 g zu 18 g Arginin).
In Experiment II steigen die Aminosäuren Arginin, Alanin, Valin und Isoleucin mit
steigender Arginin-Infusion signifikant an, während der Gehalt an Phenylalanin
kontinuierlich von 8,8 auf 7,5 µg/ml Plasma abfällt (p < 0,03 zwischen 0 und 18 g
Arginin). Arginin erhöht sich ebenso wie in Exp. I von einem Ausgangswert (27,6
µg/ml) kontinuierlich auf einen signifikant (p < 0,1) verschiedenen Endwert, der hier
bei 41,4 µg/ml Plasma liegt.
In Experiment III steigt nur Arginin kontinuierlich (p < 0,01) an. Bei allen anderen
Aminosäuren, bis auf Serin, Glycin und Phenylalanin ist ein nichtlinearer Verlauf zu
beobachten. Zunächst erniedrigt sich die Plasma-Aminosäurekonzentration von der
Arginindosis 0 bis 12 signifikant, dann erhöht sich der Aminosäurespiegel bei der
Dosis 18 g Arginin wieder und nähert sich dem Ausgangswert. Die Gehalte an Serin
und
Glycin
verändern
sich
nicht
nennenswert
durch
die
Arginin-Infusion.
Phenylalanin im Plasma fällt mit steigender Arginindosis von 9,2 auf 8,2 µg/ml
Plasma, diese Änderung ist auf der Stufe p < 0,04 signifikant.
56
Ergebnisse
Tab. 17 Mittelwerte der freien Aminosäuren im Plasma (µg/ml)
bei abomasaler (Exp.I + II) bzw. intravenöser (Exp.III) Arginin-Infusion
Arginin-Infusion (g/Tier*d-1)
SEM
02
6
121
18
Serin
8.50
8.35a
9.06
9.33b
0.32
I
Glutaminsäure
22.27
22.12
22.31
22.12
0.63
Glycin
22.45
22.84
25.21
24.24
1.24
Alanin
22.08
22.08
20.37
21.62
1.05
Valin
25.33
25.05
25.24
25.72
0.88
11.17b
12.01a
0.34
Isoleucin
11.96
12.21a
Leucin
11.91
11.79
12.15
12.29
0.41
Tyrosin
10.16
10.26
10.88
10.93
0.60
Phenylalanin
7.18
7.24
7.66
7.41
0.44
Histidin
14.13
12.82
14.31
13.49
1.00
25.31a
27.55bc
30.51b
0.99
Lysin
24.41ac
a
b
22.98
26.51
33.87
2.83
Arginin
20.43
Prolin
7.73
7.50
8.04
7.79
0.28
Serin
8.77
7.92
8.32
8.28
0.35
II
Glutaminsäure
27.36
28.31
28.76a
27.02b
0.64
Glycin
21.13
21.17
23.37
20.50
1.38
a
a
b
21.27
23.00
1.07
Alanin
21.57
21.05
25.70
25.48
26.68b
0.87
Valin
23.65a
a
b
Isoleucin
13.33
13.21
13.99
14.35
0.34
Leucin
12.35
12.98
12.56
12.43
0.41
Tyrosin
9.19
9.60
9.27
9.44
0.60
Phenylalanin
8.85ac
8.72a
7.88bc
7.51b
0.45
Histidin
11.32
11.93
11.17
11.44
1.01
Lysin
15.41
14.04
14.63
14.95
1.01
a
b
30.97
34.71
41.41
3.62
Arginin
27.6
8.64
8.88
8.98b
0.28
Prolin
7.97a
Serin
7.96
7.13
6.84
7.42
0.29
III
a
b
Glutaminsäure
22.24
20.75b
19.45
21.06
0.55
Glycin
22.89
21.90
21.47
21.48
1.24
Alanin
28.03a
25.93b
20.53bc
25.41a
1.00
Valin
32.86a
28.99b
26.03b
29.09b
0.85
a
b
c
c
Isoleucin
17.09
14.77
13.01
14.26
0.32
14.15a
12.87b
14.12b
0.37
Leucin
16.55a
Tyrosin
11.07ac
10.14a
8.93bc
9.64b
0.54
a
Phenylalanin
9.16
8.18
8.14
8.19b
0.39
a
b
11.62
10.06
11.12
0.77
Histidin
12.37
a
b
c
c
Lysin
18.41
15.13
12.43
14.36
0.80
Arginin
22.61a
55.07b
81.77c
83.99c
2.78
8.55
7.37b
8.28b
0.26
Prolin
9.44a
n = 4;(1 n = 3 in Exp. I + III; 2 n = 5 in Exp. III); Verschiedene Buchstaben bedeuten signifikante
Unterschiede (p < 0.1).
Exp.
Aminosäure
57
Ergebnisse
4.5.1 Freies Arginin im Plasma
Der Gehalt an freiem Arginin im Blutplasma steigt mit Höhe der Arginin-Infusion in
allen Experimenten signifikant an.
In Abb. 5 ist der Argininspiegel im Blut im Tagesverlauf dargestellt, um einen Einfluss
der Futtergabe zu prüfen. Die erste Blutprobe wurde unmittelbar vor der Fütterung
gezogen, dann erfolgte die Probenahme eine Stunde, drei Stunden und sechs
Stunden nach der Fütterung.
In Abb. 5 sind die Verläufe nach Arginin-Dosierungen getrennt dargestellt. In
Experiment I und II unterscheiden sich hier die Dosierungen 0 g und 18 g Arginin
signifikant voneinander, in Experiment III sind nahezu alle Dosierungen voneinander
signifikant verschieden. Ausnahmen sind die Dosierungsstufen 12 und 18 g Arginin,
wie auch aus der Abbildung ersichtlich.
Die Futtergabe hat in Experiment I und II erst einen leichten Anstieg des
Argininspiegels im Blut zur Folge, dann sinkt der Spiegel langsam wieder ab, eine
leichte Gegentendenz ist in einigen Kurven zum Schluss der Probenahme sichtbar.
In Experiment III stellt sich der Verlauf wie folgt dar: die Futtergabe beeinflusst
anscheinend den Plasma-Argininspiegel bei den Arginin-Dosierungen 6, 12 und 18g
negativ, der zunächst drastisch (um Werte zwischen 34 und 38 %) absinkt. Drei
Stunden nach der Fütterung beginnt der Argininspiegel jedoch wieder anzusteigen,
am stärksten bei der Arginindosierung 12 g, dort etabliert sich sechs Stunden nach
der Fütterung ein Maximum mit einem Wert von 114 µg/ml Plasma (p < 0,01).
Entscheidend hierbei ist jedoch die Höhe des Argininspiegels im Plasma, der durch
die intravenöse Infusion um ca. das dreifache höher liegt als bei abomasaler Infusion
(s. Abb. 6).
58
Ergebnisse
Aminosäurengehalt im Plasma (µg/ml)
45
*
40
35
*
18g
*
*
Experiment I
30
12g
25
20
5
6g
0g
Fütterung
0
7
8
9
10
11
12
13
Uhrzeit
Aminosäurengehalt im Plasma (µg/ml)
50
45
18g
*
*
40
12g
*
35
30
*
Experiment II
6g
0g
25
20
5
Fütterung
0
7
8
9
10
11
12
13
Aminosäurengehalt im Plasma (µg/ml)
Uhrzeit
120
Experiment III
103
87
18g
12g
70
53
6g
37
20
5
0g
Fütterung
0
7
8
9
10
11
12
13
Uhrzeit
0 g Arg
6 g Arg
12 g Arg
18 g Arg
Abb. 5 Einfluss des Futtergabe auf den Arginingehalt im Plasma
nach abomasaler (Exp. I+II) bzw. intravenöser (Exp.III) Arginin-Infusion
59
Ergebnisse
In Abb. 6 ist eine vergleichende Darstellungsform zwischen den beiden
Infusionsarten gewählt worden.
p < 0,01
100
p < 0,01
c
Arginin (µg/ml)
80
c
p < 0,03
ab
60
B
40
a
A
AB
A
20
0
0
6
12
18
-1
Arginininfusion (g/Tier*d )
Abomasale Infusion
Intravenöse Infusion
Abb. 6 Einfluss der abomasalen und i.v. Arginin-Infusion auf freies Arginin im Plasma
(unterschiedliche Buchstaben zeigen Signifikanzen innerhalb der verschiedenen
Infusionsarten)
In der direkten Gegenüberstellung der unterschiedlichen Infusionsarten (Abb. 6) wird
besonders deutlich, dass der Plasmaspiegel des Arginins bei intravenöser Infusion
einem extremen Anstieg (einer Steigerung von 240 %) unterlag, während bei der
abomasalen Infusion nur eine Differenz bis zu maximal 40 µg/ml Plasma (das
entspricht ca. 57 %) erreicht wurden.
Das Differenz zwischen abomasaler und intravenöser Infusion ist bei gleichen
Dosierungen (außer in der Kontrollvariante 0 g Arginin) signifikant (p < 0,01 und
p < 0,03).
60
Ergebnisse
4.6
Untersuchungen mit 15N-Arginin
In Experiment III sollte zusätzlich zum Harnstoff-Umsatz der Abbau des Arginins
untersucht werden.
15
N-Arginin wurde an Tag 4 der Versuchsperiode intravenös
appliziert und die Exkretion von
15
N über den Harn untersucht. Den Untersuchungen
lag folgender Denkansatz zu Grunde: Sollte sich Arginin in der Kontrollvariante im
Mangel befinden, müsste sich die
15
N-Ausscheidung im Harn mit der verabfolgten
Argininmenge (sprunghaft) erhöhen. Aus der Tab. 18 ist zu erkennen, dass das nicht
der Fall war. Eine Tendenz ist aber durchaus zu erkennen, zwischen der Dosierung 6
und 12 g Arginin ist dieser Unterschied sogar signifikant (p < 0,1).
Tab. 18 Exkretion von 15N im Harn nach i.v. Injektion von 15N-Arginin
bei intravenöser Arginin-Infusion
Experiment
III
Arginindosis
g/d
02
6
121
18
15
N-Exkretion im Harn
in % der injizierten15N-Arg.-Dosis
6,54 ± 0,77
5,79a ± 1,07
7,15b ± 1,34
6,91 ± 0,75
Mean ± SE; n = 4;( 1 n = 3; 2 n = 5); Verschiedene Buchstaben bedeuten signifikante
Unterschiede (p< 0,1).
61
Ergebnisse
4.7
Kreatiningehalt in Blutplasma und Harn
Kreatinin ist ein Metabolit des Arginins und somit von Bedeutung für die
durchgeführten Untersuchungen. Der Kreatiningehalt im Plasmas steigt während der
abomasalen Arginin-Infusion leicht an (Tab. 19). In Exp. I wird der Ausgangswert von
102,8 durch die Arginin-Zufuhr zunächst etwas erniedrigt auf 101,6 mmol/l. Bei
Erhöhung der Dosis von 6 auf 12 g Arg erfolgt ein signifikanter Anstieg (p < 0,08 ). In
Exp. II ist ein kontinuierlicher Anstieg des Kreatiningehaltes im Plasma zu
verzeichnen. So erhöht sich der Plasmaspiegel von 99,8 auf 113,1 mmol/l (p < 0,03).
Dieses Ergebnis spiegelt sich in den Werten der Kreatininexkretion im Harn jedoch
nicht wieder, wo ebenfalls mit steigender Arginin-Infusion und dem dadurch erhöhten
Kreatininspiegel im Plasma eine vermehrte Kreatininausscheidung zu erwarten
gewesen wäre. In der Kreatininexkretion im Harn, bezogen auf je kg LM
0,75
, zeigt
sich in Experiment II kein gerichteter Einfluss, in Experiment I und III dagegen lässt
sich eine Tendenz zur verringerten Ausscheidung erkennen.
Tab. 19 Kreatiningehalt im Plasma und Ausscheidung im Harn
bei abomasaler (Exp. I + II) bzw. intravenöser (Exp. III) Arginin-Infusion
Experiment
Arginindosis
g/d
0
6
121
18
Plasma
mmol/l
102,8 ± 5,3
101,6a ± 3,5
108,7b ± 3,7
106,3 ± 2,2
II
0
6
12
18
99,8a ± 5,8
105,6 ± 4,3
109,3 ± 5,5
113,1b ± 2,8
48,8 ± 7,8
48,8 ± 7,1
51,6 ± 6,3
48,0 ± 5,2
0,251 ± 0,03
0,256 ± 0,02
0,269 ± 0,03
0,249 ± 0,02
III
02
6
121
18
82,4 ± 3,2
83,2 ± 3,7
83,1 ± 5,6
79,8 ± 1,4
39,0 ± 4,1
44,8 ± 6,3
31,2 ± 6,7
34,9 ± 5,1
0,232 ± 0,01
0,251 ± 0,02
0,179 ± 0,03
0,212 ± 0,02
I
Exkretion im Harn
mmol/Tier*d-1 mmol/kg LM 0,75
65,2 ± 7,6
0,284 ± 0,03
60,3 ± 7,1
0,265 ± 0,02
49,6 ± 7,0
0,219 ± 0,03
53,2 ± 5,3
0,236 ± 0,02
Mean ± SE; n = 4;( 1 n = 3; 2 n = 5); Verschiedene Buchstaben bedeuten signifikante
Unterschiede (p< 0,1).
62
Ergebnisse
4.8
Aktivität des Enzyms Arginase im Lebergewebe
Die Aktivität des Enzyms Arginase im Lebergewebe ist von wesentlicher Bedeutung
für die vorgenommenen Untersuchungen: wenn die Aktivität der Arginase mit
zunehmender Höhe der abomasalen Arginin-Infusion ebenfalls ansteigt, ist zu
erwarten, dass das infundierte Arginin sofort zu Harnstoff umgesetzt wird und somit
nicht positiv regulierend in den Protein-Stoffwechsel der Tiere eingreifen kann.
Die in Tab. 20 aufgeführten Ergebnisse der Arginase-Aktivität beziehen sich auf den
Proteingehalt der Leber. Es lässt sich kein gerichteter Einfluss der Arginin-Infusion
auf die Aktivität des Enzyms erkennen, weder bei abomasaler noch bei intravenöser
Infusion.
Tab. 20 Aktivität der Leber-Arginase
bei abomasaler (Exp. II) bzw. intravenöser (Exp. III) Arginin-Infusion
Experiment
II
Arginindosis
g/d
0
6
12
18
Arginase
U/mg Protein
9,93 ± 1,32
10,10 ± 1,52
9,13 ± 1,37
10,05 ± 1,36
02
6
121
18
12,78 ± 1,01
11,15 ± 1,43
12,71 ± 1,54
11,77 ± 1,36
III
Mean ± SE; n = 4;( 1 n = 3; 2 n = 5)
63
Ergebnisse
4.9
Einfluss von Arginin auf Hormone und Glucose
4.9.1 Insulin und Glucose
Glucose wurde im Vollblut, Insulin im Blutplasma bestimmt. Ein ausgeprägter
Einfluss der Höhe der Arginin-Infusion auf den Insulinspiegel wurde bei der
intravenösen Infusionsart (Experiment III) gefunden, hier erhöhten sich die Werte von
13,4 µU/ml Plasma auf maximal 34 µU/ml signifikant (p < 0,02) (Tab. 21).
Nicht ganz so deutlich, aber dennoch signifikant (p < 0,06) lässt sich dieses Ergebnis
auch in Experiment I bestätigen. Dort stieg der Insulingehalt im Plasma von 11,8 auf
17,3 µU/ml kontinuierlich an und erhöhte sich somit um 46 %.
Ein Einfluss der Arginin-Infusion auf den Glucosespiegel im Blut der Versuchstiere
zeigte sich nicht.
Tab. 21 Glucose- und Insulingehalte im Vollblut bzw. Plasma
bei abomasaler (Exp. I + II) bzw. intravenöser (Exp. III) Arginin-Infusion
Experiment
Arginindosis
g/d
0
6
121
18
Glucose
mmol/l
4,00 ± 0,19
4,17 ± 0,18
4,00 ± 0,21
4,15 ± 0,19
Insulin
µU/ml
11,79a ± 2,32
15,42 ± 2,51
16,66 ± 3,63
17,26b ± 3,47
II
02
6
12
18
3,85 ± 0,20
3,71 ± 0,21
3,94 ± 0,19
3,97 ± 0,16
13,04 ± 2,74
10,67 ± 2,75
16,13 ± 3,61
13,11 ± 4,47
III
03
6
121
18
4,06 ± 0,16
4,08 ± 0,20
4,19 ± 0,17
4,10 ± 0,14
13,42a ± 1,63
18,28b ± 2,57
34,01c ± 3,59
28,93c ± 3,32
I
Mean ± SE; n = 4;( 1 n = 3; 2 n = 3 für Insulin; 3 n = 5);
signifikante Unterschiede (p < 0,1).
64
Verschiedene
Buchstaben
bedeuten
Ergebnisse
4.9.2 IGF-1 und bovines Wachstumshormon
Insulin-like growth factor-1 (IGF-1) und bovines Wachstumshormon (bGH) wurden
anhand der Blutproben bestimmt, die im Abstand vor der Fütterung, 1, 3 und 6
Stunden nach der Fütterung gewonnen wurden. Trotz dieser für das bGH spärlichen
Probennahme
konnten
Änderungen
durch
die
Arginin-Infusion
bei
allen
Experimenten beobachtet werden (Tab. 22): während in Exp. I zunächst ein Abfall
vom Ausgangswert des bGH zur Dosierung 6 g Arginin um 30 % auffällt, so erfolgt
dann ein Anstieg von 16,2 auf 25,8 ng/ml bei der Dosierung 12 g Arginin. Bei der
Zufuhr von 18 g Arginin wurde ein Plasmaspiegel von 23,9 ng/ml gemessen, der sich
signifikant (p < 0,1) zu der Dosierung 6 g Arginin unterscheidet. In Experiment II
wurde ein signifikanter Anstieg von 0 zu 6 g Arginin (p < 0,07) beobachtet. Auch bei
intravenöser Infusion des Arginins bestätigt sich dies Ergebnis (p < 0,1).
Ein gesicherter Einfluss (p < 0,1) auf die Höhe des IGF-1-Spiegels im Blutplasma ist
durch gesteigerte Argininzufuhr nur in Exp. I zwischen den Dosierungen 0 und 18 g
Arginin zu beobachten. In Exp. II ist nur eine Tendenz (ca. 26 % zwischen dem
Ausgangswert bei 0 g zu 12 g Arginin) zur Erhöhung gegeben. Das sehr
unterschiedlich Niveau der IGF-1-Spiegel zwischen den Experimenten kann nicht
anders als durch jahreszeitliche Einflüsse (BUBENIK ET AL., 1998) erklärt werden.
Tab. 22 Konzentrationen von IGF-1 und bGH im Blutplasma
bei abomasaler (Exp. I + II) bzw. intravenöser (Exp. III) Arginin-Infusion
Experiment
Arginindosis
IGF-1
bGH
g/d
ng/ml
0
465a ± 47
23,52a ± 3,85
I
16,20b ± 3,41
6
496 ± 60
489 ± 32
25,81a ± 6,94
121
b
23,93a ± 5,17
18
545 ± 36
II
0
6
12
18
177 ± 51
183 ± 62
224 ± 33
197 ± 49
9,29a ± 4,11
16,96b ± 3,81
16,04 ± 7,78
12,99 ± 5,46
III
02
6
121
18
328 ± 44
326 ± 36
352 ± 32
317 ± 33
4,70a ± 2,30
9,97b ± 2,99
11,93 ± 5,94
9,97 ± 4,36
Mean ± SE; n = 4;( 1 n = 3; 2 n = 5);Verschiedene Buchstaben bedeuten sign. (p< 0,1) Unterschiede.
65
Diskussion
5
Diskussion
Durch die vorliegende Untersuchung sollte der Frage nachgegangen werden, ob
Arginin als limitierende Aminosäure für wachsende Rinder angesehen werden kann.
Bei den hierzu durchgeführten Infusionsversuchen mit gleichzeitiger Bestimmung der
N-Bilanz an Jungbullen im LM-Bereich von 150 bis 250 kg wurde auch der Frage
nachgegangen, ob die Wahl des Infusionsortes für die Arigininsupplementation von
Bedeutung für den Proteinansatz und andere Parameter des Argininstoffwechsels ist.
Bei der abomasalen Infusion der Argininlösung wurde statt der sonst üblichen
Nutzung
von
Labmagen-Kannülen
in
Anlehnung
an
die
Methodik
von
(MACLEOD ET AL., 1982) Abomasal-Katheter verwendet.
5.1
Allgemeines zum Versuchsablauf
Im Ablauf der tierexperimentellen Arbeiten traten keine gravierenden Probleme auf.
Die Tiere überstanden den chirurgischen Eingriff gut. Der Gesundheitsstatus der
Tiere war nach der Rekonvaleszenz ohne besonderen Befund, eine Wundtoilette der
Austrittsstelle des Labmagenschlauches war allerdings täglich notwendig. Ein
zunächst verwendeter Fistelverschluss mit Schraubgewinde an der Austrittsstelle des
Labmagenkatheters hat sich nicht bewährt, da er zu Entzündungen mit Eiterbildung
führte und eine Wundpflege behinderte.
In Experiment II wurden in Periode 3 bei Tier 15 (Arginindosis 0 g/d) die ermittelten
Werte der N-Bilanz und der Insulinkonzentration im Plasma nicht verwendet, da die
Werte für uns unerklärlich von den übrigen Werten abwichen. Die anderen
Parameter des Tiers in dieser Periode waren nicht beeinflusst und gingen in die
Berechnungen ein.
66
Diskussion
5.2
Bilanzen im Verdauungstrakt
5.2.1 Scheinbare Verdaulichkeit der Rohnährstoffe
Die
scheinbare
Verdaulichkeit
der
Rohnährstoffe
wurde
durch
die
Argininsupplementation nicht beeinflusst (Tab. 11). Die ermittelten Werte für die
scheinbare Verdaulichkeit der organischen Substanz von 70 bis 72 % (Exp. I und II)
bzw. 73 bis 76 % in Exp. III stimmen mit den Angaben anderer Autoren überein
(CECAVA & PARKER, 1993; COOMER ET AL., 1993; ROOKE
ET AL.,
1986). Ebenso die
Höhe der scheinbaren Verdaulichkeit des Rohproteins von 54 bis 57 (Exp. I und II)
bzw. rund 60 % in Exp. III. Die signifikant (p< 0.05) höhere Verdaulichkeit im Exp. III
im Vergleich zu den Werten der abomasalen Infusion kann nicht erklärt werden.
Möglicherweise
besteht
ein
Zusammenhang
mit
der
Katheterisierung
des
Labmagens.
5.2.2 Bilanz der Aminosäuren im Verdauungstrakt
Bei der Bilanz im Verdauungstrakt der einzelnen Aminosäuren zeigte sich in allen
Experimenten kaum ein gerichteter Einfluss der Arginin-Infusion (Tab. 12).
Ausnahme hierbei war die Bilanz des Arginins, bei der die Menge des abomasal
infundierten Arginins berücksichtigt wurde.
Es ist zu bedenken, dass der von uns gewählte Versuchsansatz nicht für die
Bestimmung der scheinbaren Verdaulichkeit von Aminosäuren im Darm gedacht war,
da kein Duodenalchymus gewonnen werden konnte. Es handelt sich bei den
kalkulierten Werten also um eine Bilanz der Aminosäuren im gesamten
Verdauungstrakt.
SCHOOF
ET AL.
(2000) ermittelten bei ihren Untersuchungen an wachsenden
Jungbullen (ca. 200 kg LM) eine scheinbare Verdaulichkeit des Arginins im Darm
zwischen 69,9 und 76,8 %. In dieser Größenordnung und darüber liegen auch die
Ergebnisse anderer Autoren, die teilweise auch an Milchkühen gemessen wurden
(TAMMINGA, 1973; HVELPLUND & MOLLER, 1976; COOMER ET AL., 1993).
In unseren Untersuchungen war die Argininausscheidung unabhängig von der
applizierten Dosis. Daraus folgt, dass das abomasal verabfolgte Arginin quantitativ
absorbiert oder im Dickdarm mikrobiell abgebaut worden ist.
67
Diskussion
5.3
Arginin als limitierende Aminosäure
Für die Bestimmung einer limitierenden Aminosäure auf den Proteinansatz bedient
man sich der N-Bilanz, der Konzentration freier Aminosäuren im Plasma und
gegebenenfalls auch weiterer physiologischer Parameter.
5.3.1 N-Bilanz
Das
Bilanzverfahren
zur
Bestimmung
der
limitierenden
Aminosäure
beim
wachsenden Wiederkäuer ist eine Möglichkeit, um die Reaktion der Tiere auf ein
unterschiedliches AS-Angebot am Duodenum zu erfassen. Postruminale Proteinbzw. Aminosäure-Infusionen führen sehr schnell zu einer veränderten N-Bilanz
(TITGEMEYER & MERCHEN, 1990a). Liegen bestimmte Aminosäuren entsprechend
ihres Bedarfs am Duodenum vor, so führt eine Infusion dieser AS zu keiner
Veränderung der N-Bilanz (TITGEMEYER & MERCHEN, 1991).
Verschiedene Autoren konnten signifikante Änderungen der N-Bilanz durch
postruminale Infusionen von Aminosäuren ermitteln:
WESSELS
ET AL.
(1997) forschten an 250 kg schweren Jungbullen, die mit einer
Aminosäuremischung (Lysin, Methionin, Threonin, Tryptophan, Histidin und Arginin)
abomasal infundiert wurden. Die Tiere erhielten eine im wesentlichen auf Mais
(Lysin-arm) basierende Ration. Der N-Ansatz verbesserte sich von 27,9 g durch die
Aminosäure-Infusion auf 32,9 g N/d. Die Autoren führten dies auf die limitierende
Wirkung einer der infundierten Aminosäuren zurück, konnten diese aber nicht exakt
definieren.
RAGLAND-GRAY
ET AL.
(1997) führten Untersuchungen mit abomasaler Infusion von
Casein und möglichen limitierenden Aminosäuren an wachsenden Jungbullen
(195 kg Lebendmasse) durch. Als möglicherweise limitierend wurden folgende
Aminosäuren angesehen: Arginin, Histidin, Lysin, Methionin und Threonin. Die
Ration basierte auf Weizensilage. Arginin allein in einer Dosierung von 13,7 g pro
Tag steigerte die N-Retention ebenso wie 300 g Casein gegenüber der AS-Mischung
(13,7 g Arg, 10,9 His, 29,0 g Lys, 10,9 Met und 17,0 g Thr). Zusammen mit einem
Abfall des Plasma-Argininspiegels und der signifikant erhöhten N-Bilanz nannten die
Autoren Arginin als erstlimitierende Aminosäure.
KOENIG ET AL. (1982) ermittelten bei ihren Untersuchungen einen erhöhten N-Ansatz
durch die abomasale Infusion von Arginin bei Färsen (LM ca. 200 kg). Die
68
Diskussion
limitierende Wirkung des Arginins auf die Proteinsynthese sei Grund für diese
Erhöhung, postuliert der Autor.
In den eigenen Untersuchungen (Tab. 13) wurden im LM-Bereich von 150 bis 250 kg
N-Ansätze von 29,5 bis 34,4 g/d gemessen. Diese lagen in einer Größenordnung,
wie sie auch von anderen Autoren (s.o.) gefunden wurden.
Die Infusion von Arginin in den Labmagen hatte auf die N-Exkretion und somit den NAnsatz den gleichen Effekt wie die intravenöse Arginininfusion. In allen Experimenten
wurde ein tendenzielles Ansteigen der N-Bilanz (y, in g/d) mit Erhöhung der
Arginindosis (x, in g/d) beobachtet, statistisch ließ sich dieser Anstieg jedoch nicht
sichern. Die Tendenz wird durch die folgende Regressionsgleichung, für alle
Experimente zusammenfassend, untermauert:
y = 31,31 + 0,10x ; r = 0,185, SR = 3,74.
Auch bei Bezug des N-Ansatzes auf metabolische Lebendmasse lassen sich keine
Differenzen zu den eben gemachten Aussagen finden (nicht in Tab. 13 dargestellt):
die Werte liegen zwischen 0,52 und 0,56 g N/kg LM0,75 (Exp. I), 0,52 und 0,62
(Exp. II) bzw. 0,68 und 0,73 g N/kg LM0,75 (Exp. III).
Die Kot-N-Exkretion wurde durch die unterschiedliche Höhe der Argininzufuhr nicht
deutlich beeinflusst. Es kann somit davon ausgegangen werden, dass das infundierte
Arginin entweder vollständig absorbiert oder im Dickdarm mikrobiell abgebaut wird.
Auch
die
Untersuchungen
anderer
Autoren
ergaben,
dass
Supplementation keinen Einfluss auf die Kot-N-Exkretion hat (GOW
KOENIG
ET AL.,
1982; DAVENPORT ET
AL.,
die
Arginin-
ET AL.,
1979;
1990b). Die Kot-N-Exkretion ist eine relativ
konstante Größe, was auch bei der Infusion anderer Aminosäuren, wie Methionin
(TITGEMEYER & MERCHEN, 1990b) oder Lysin (BURRIS ET AL., 1976), bestätigt wird.
Aus den Abb. 7 und 8 ist zu erkennen, dass zwischen N-Ansatz und dem
Plasmaspiegel des Arginins eine Abhängigkeit besteht. Dieser Zusammenhang ist in
den Experimenten mit abomasaler Infusion (Abb. 7) schwach positiv ausgeprägt
(r = 0,46 – 0,52), bei intravenöser Infusion (Abb. 8) geringfügig negativ (r = - 0,17). In
Experiment III fällt auf, dass der Argininspiegel im Plasma durch die Arginin-Infusion
bei Dosis 18 g/d fast doppelt so hoch ansteigt, als das bei abomasaler Infusion der
Aminosäuren der Fall war. Daraus lässt sich schließen, dass der positive
69
Diskussion
Zusammenhang im höheren Konzentrationsbereich nicht mehr gegeben ist bzw. sich
umkehrt.
40
42
y = 25.28 + 0.27x
r = 0.46; S R = 3.42
36
N-Ansatz (g/d)
N-Ansatz (g/d)
38
34
30
y = 23.59 + 0.21x
r = 0.52; SR = 3.25
32
28
24
20
5
26
5
0
0
15
20
25
30
35
20
40
25
0g
6g
30
35
40
12 g
0g
18 g
Exp. I
6g
12 g
Exp. II
Abb. 7 Einfluss des Plasma-Argininspiegels auf den N-Ansatz (Exp. I + II)
40
N-Ansatz (g/d)
37
34
31
28
y = 34.05 - 0.014x
r = 0.17; S R = 3.42
25
5
0
15
45
Plasma-Arginin (µg/ml)
Plasma-Arginin (µg/ml)
34
53
72
91
Plasma-Arginin (µg/ml)
0g
6g
12 g
18 g
Abb. 8 Einfluss des Plasma-Argininspiegels auf den N-Ansatz (Exp. III)
70
110
18 g
50
Diskussion
5.3.2 Freie Aminosäuren im Plasma
Nicht nur die N-Bilanz oder der Harnstoffspiegel im Plasma, auch die Konzentration
der freien Aminosäuren im Blutplasma stellt einen aussagekräftigen Parameter für
die Ermittlung limitierender Aminosäuren dar. Viele Autoren bedienen sich daher
beider Methoden, um zu einem plausiblen Ergebnis zu kommen (NIMRICK ET
AL.,
1970; FOLDAGER ET AL., 1977; WESSELS & TITGEMEYER, 1998). Dabei geht man davon
aus, dass eine Stimulation der Proteinsynthese im Organismus mit einem
verminderten Plasmagehalt der Aminosäuren (außer der infundierten) verbunden ist
(BERGEN, 1979).
KOENIG
ET AL.
(1982) untermauert die Steigerung des N-Ansatzes nach abomasaler
Arginin-Infusion mit geringeren Blutplasmawerten für Methionin, Threonin, Histidin
und Lysin, während sich die Plasmakonzentrationen von Arginin (von durchschnittlich
31,5 auf 50,1 µg/ml) und Ornithin signifikant erhöhten.
Auch DAVENPORT ET AL. (1990a) konnten für Färsen (LM 233 kg) bei Arginin-Infusion
mit zwei verschieden hohen Dosierungen (0,33 g Arg-HCl bzw. 0,5 g Arg-HCl pro kg
LM und Tag) abnehmende Plasmakonzentrationen für alle Aminosäuren außer
Arginin, das signifikant bei beiden Dosierungen anstieg, beobachten. Die Werte für
Arginin im Plasma lagen anfangs bei 36,1 µg/ml, erhöhten sich durch die hohe
Infusionsdosis auf 64,6 µg/ml Plasma.
Bei Milchkühen, denen Arginin sowohl intravenös als auch abomasal verabreicht
wurde, wurde durch die kontinuierliche abomasale Infusion eine konstante Erhöhung
des Plasma-Arginins beobachtet (von 7,5 auf 19,0 µg/ml) (VICINI
ET AL.,
1988). Die
intravenöse Injektion von Arginin über 5 Minuten brachte dabei nur einen kurzen
Anstieg von Arginin im Plasma auf durchschnittlich 46,3 µg/ml, der nach spätesten
3,5 Stunden wieder auf Ausgangwerte abgesunken war. Anfängliche Gehalte des
Argininspiegels betrugen über 130 µg/ml nach intravenöser Applikation von ca. 110 g
Arginin (VICINI ET AL., 1988).
Andere
Autoren
fanden
durch
Argininsupplementation
GRAY ET AL., 1997) bzw. duodenal (OSHIBE
ET AL.,
abomasal
(RAGLAND-
1996) keine Beeinflussung des
Argininspiegels im Plasma.
Die Ergebnisse eigener Untersuchungen für die Plasmakonzentrationen der freien
Aminosäuren zeigen keine durchgehend gerichtete Verringerung einzelner oder der
gesamten Aminosäuren bei einem Anstieg des Arginins im Plasma, das sich in allen
71
Diskussion
Experimenten mit steigender Arginin-Infusion erhöhte (Tab. 17). Ausnahme ist
hierbei Phenylalanin, dessen Konzentration sich in Exp. II und III im Blutplasma
signifikant verringerte (Tab. 17).
Bei der intravenösen Infusionsart des Arginins (Exp. III) konnte man zwar eine
Verringerung der anderen Aminosäuren bei 12 g Arginin vom Ausgangswert
beobachten, die sich jedoch bei der Dosierung 18 g Arginin wieder aufhob, indem die
Werte in etwa auf Höhe des Ausgangswertes wieder anstiegen.
Offensichtlich ging die Verminderung des Aminosäurespiegels mit einem erhöhten
Abbau einher, wie am Harnstoff-Flux abgeleitet werden kann. Dieser erhöhte sich in
diesem Experiment auf einen Höchstwert von 17,0 g/d bzw. 0,38 g/kg LM0,75 bei der
Arginindosis 12 g und fiel bei der Arginindosis 18 g wieder auf 13,6 g/d bzw.
0,3 g/kg LM0,75, also nahe dem Ausgangswert, ab (Tab. 15).
Von besonderem Interesse ist das Verhalten des Argininspiegels im Blut. Andere
Autoren berichten von einem zwei- (FENDERSON & BERGEN, 1975) oder dreiphasigen
Anstieg (TITGEMEYER & MERCHEN, 1990a) der limitierenden Aminosäure im Plasma
(s. 2.2.2) nach Infusion der entsprechenden Aminosäure. Ein Anstieg erfolgt dann,
wenn der Bedarf durch die Infusion gedeckt ist.
Anhand der Regressionsgleichungen für den Plasma-Argininspiegel in Abhängigkeit
von der infundierten Argininmenge lässt sich bei den eigenen Untersuchungen diese
Theorie überprüfen: wie in Abb. 9 zu sehen, ist kein zwei- oder dreiphasiger Verlauf
der Regressionsgeraden zu erkennen. In beiden Experimenten mit abomasaler
Infusion des Arginins resultiert der Plasma-Argininspiegel in Abhängigkeit von der
steigenden Arginindosis in einer linearen Funktion. Die Ergebnisse zeigen, dass
Arginin unter den gewählten Versuchsbedingungen nicht die erst- oder einzig
limitierende Aminosäure für das Wachstum von Rindern ist bzw. das der Bedarf an
Arginin im Vergleich zur Versorgung bereits in der Kontrollvariante unterschritten war.
In Abb. 10 wird deutlich, dass bei intravenöser Infusion des Arginins zum einen ein
deutlich höherer Plasmaspiegel erreicht wird und zum anderen ebenfalls ein linearer
Anstieg der Argininkonzentration im Blutplasma zu erkennen ist. Der Anstieg der
Kurve ist viel steiler, wie am nahezu 4-fach höherem Regressionskoeffizient zu
erkennen ist. Daraus folgt, dass in der Leber- bzw. Absorptionsgewebe etwa ¾ der
abomasal infundierten Argininmenge metabolisiert wird, bevor das Arginin den
peripheren Blutkreislauf erreicht. Eine Steigerung der Argininzufuhr über den
72
Diskussion
postruminalen Verdauungstrakt ist somit hinsichtlich der Anflutung von Arginin im
peripheren Gewebe nur begrenzt wirksam.
Der Einfluss der Futtergabe auf den Arginingehalt (Abb. 5) stellt sich bei den
Infusionsarten unterschiedlich dar (siehe 4.5.1). Eine Erklärung ist durch die
unterschiedliche Höhe des Plasma-Arginingehalts gegeben, der bei intravenöser
Infusion um das dreifache höher liegt. Infolge der anabolen Wirkung des Arginins (s.
5.4) könnte der Proteinstoffwechsel nach der Energieeinnahme beschleunigt und
damit auch der Abbau der mit der Fütterung aufgenommenen Nährstoffe und
Aminosäuren schneller erfolgen, so dass ein vorübergehendes Absinken der
Argininkurve im zeitlichen Verlauf plausibel ist.
50
45
y = 19.42 + 0.74x
r = 0.76; S R = 4.42
35
Plasma-Arginin (µg/ml)
Plasma-Arginin (µg/ml)
40
30
25
20
15
5
y = 26.91 + 0.75x
r = 0.64; S R = 6.12
40
35
30
25
20
5
0
0
0
3
6
9
12
15
18
0
3
Arginin-Infusion (g/d)
6
9
Exp. I
Exp. II
Abb. 9 Plasma-Arginin nach abomasaler Arginin-Infusion (Exp.I+II)
100
90
Plasma-Arginin (µg/ml)
12
Arginin-Infusion (g/d)
80
y = 28.88 + 3.03x
r = 0.54; SR = 33.72
70
60
50
40
30
20
5
0
0
3
6
9
12
15
Arginin-Infusion (g/d)
Abb. 10 Plasma-Arginin nach intravenöser Arginin-Infusion (Exp. III)
73
18
15
18
Diskussion
5.4
Metabolische Effekte von Arginin
Insulin und Wachstumshormon sind als wichtige Regulatoren des NährstoffStoffwechsels
bei
GLUCKMAN ET AL.,
Wiederkäuern
1987).
Weiterhin
bekannt
(MCATEE
wurde
festgestellt,
&
TRENKLE,
dass
1971;
verschiedene
Aminosäuren positive Effekte auf die Sekretion von Insulin und Wachstumshormon
haben (FLOYD, JR. ET AL., 1966; CHEW ET AL., 1984).
Gerade Arginin wird eine große Wirkung auf die Hormone Insulin, IGF-1 und bovines
Wachstumshormon, und damit auch auf den Glucosemetabolismus und allgemein
dem anabolen Stoffwechsel zugeschrieben (VISEK, 1984a).
5.4.1 Insulin und Glucose
Der Glucosespiegel zeigte bei allen Experimenten keinen gerichteten Einfluss der
Arginin-Infusion. Die ermittelten Werte (Tab. 21), zwischen 3,9 und 4,2 mmol/l Blut,
sind jedoch physiologisch bei wachsenden Jungbullen und lassen sich gut in
Literaturwerte einordnen:
So gaben MONKE
ET AL.
(1998) bei Untersuchungen an gesunden Holstein-
Jungrindern bis zu einem Jahr Alter einen Referenzbereich für Glucose zwischen 2,5
und 5,0 mmol/l an. KNOWLES
ET AL.
(2000) fanden an neugeborenen Kälbern einen
Blutglucosegehalt von anfangs 7 mmol/l, der sich bis zu einem Alter von 2 Monaten
auf Werte um 5 mmol/l einpendelte.
Verschiedene Versuchsansteller forschten an den Effekten Arginins auf den Gehalt
von Insulin und Glucose im Blutplasma:
CHEW
ET AL.
(1984) infundierten tragenden Milchkühen L-Arginin intravenös in
Dosierungen von 0,1 g/kg LM (etwa vergleichbar mit der von uns gewählten
höchsten Tagesdosis) innerhalb von fünf Minuten. Dabei konnten drastische
Veränderungen von Insulin, Wachstumshormon und Prolactin im Blutplasma
festgestellt werden. Die Arginin-Infusion resultierte zunächst in einem Abfall des
Insulingehalts 15 Minuten nach Infusionsbeginn, nach 15 Minuten erfolgte dann ein
steiler Anstieg um 80 bis 330 % des vor Infusion gemessenen Insulinspiegels
(zwischen 28 und 47 µU/ml). Die Werte von Insulin, und auch allen übrigen
gemessenen Parametern, sanken dann innerhalb der nächsten 75 Minuten wieder
auf den Ausgangswert (zwischen 8 und 21 µU/ml) ab. Dieses Infusionsmethode der
74
Diskussion
raschen Applikation von Arginin führten die Autoren über sechs Tage fort, ohne eine
Abschwächung der Werte zu beobachten.
HERTELENDY
ET AL.
(1970) berichten von Arginin-Infusionen (0,5 g/kg LM) über 45
Minuten Infusionsdauer bei Milchkühen, bei denen keine Gewöhnung der
Argininsupplementation
zu
beobachten
war,
die
Effekte
auf
Insulin-
und
Wachstumshormonspiegel also unvermindert fortbestanden. Die Autoren ermittelten
Werte für Insulin im Plasma zwischen 10 und bis zu 150 µU/ml nach Arginin-Infusion.
Verbunden mit dem Insulinanstieg war ein Abfall der freien Fettsäuren im Plasma um
75 % und ein Anstieg der Blutglucose von 62 auf 92 mg/100 ml. Die Veränderungen
aller Parameter waren spätestens 75 Minuten nach Infusionsende wieder
abgeklungen.
Bei Untersuchungen an 160 kg schweren Kälbern, die duodenal mit einer Mischung
aus je 5 mMol Arginin/kg LM (das entspricht 0,87 g Arginin/kg LM), Ornithin,
Glutaminsäure und Asparaginsäure infundiert wurden, stieg der Insulingehalt im
Plasma signifikant an (von 10 auf 19 µU/ml). Die Werte des Glucosespiegels sanken
von 4,6 auf 4,2 mmol/l ab. Eine Veränderung des Wachstumshormonspiegels durch
die 90-minütige Infusion der Aminosäurelösung blieb jedoch aus (OSHIBE
ET AL.,
1996).
DAVENPORT
ET AL.
(1990a) experimentierten mit abomasalen Arginin-Infusionen an
wachsenden Färsen (ca. 230 kg LM), um die Auswirkungen des Arginins auf den
Gehalt an Plasma-Harnstoff, Insulin, Glucose und bGH zu testen. Die InsulinKonzentration lag zwischen 18,2 und 26,8 µU/ml, veränderte sich durch die Infusion
jedoch nicht, ebenso Glucose. Während der Plasma-Harnstoff gleichzeitig mit der
Argininkonzentration im Plasma anstieg (N-Zulage), veränderte sich der Gehalt an
bGH durch die Argininzufuhr nur positiv an den Versuchstagen, an denen der NBedarf des Organismus durch die Infusion gedeckt wurde. Die Autoren folgern, dass
der Einfluss des Arginins nur zum Tragen käme, wenn der spezifische AS-N-Bedarf
des Organismus gedeckt wurde und das zusätzlich infundierte Arginin nicht für
Proteinsynthesezwecke gebraucht würde.
In den eigenen Versuchen trat insbesondere bei der intravenösen Infusion von
Arginin ein signifikanter Anstieg des Insulinspiegels auf (Tab. 21). Zu beachten ist
dabei, dass die Arginin-Infusion im Gegensatz zu den oben aufgeführten Arbeiten
über zehn Tage kontiniuerlich erfolgte und so den stetigen Einstrom des Arginins mit
75
Diskussion
dem Futter unter physiologischen Bedingungen simulierte. Der Zusammenhang wird
durch die in Abb. 11 dargestellten Regressionsgleichung deutlich. Die Höhe der
ermittelten Werte für Jungbullen (zwischen 11,0 und 34,4 µU/ml) sind mit anderen
Untersuchungsbefunden (s. o.) vergleichbar.
Besonders deutlich wird am Anstieg des Insulingehalts im Plasma durch intravenöse
Infusion des Arginins, dass der bei abomasaler Infusion erreichte Argininspiegel im
Plasma
noch
nicht
ausreichte,
um
zu
einer
signifikanten
Erhöhung
des
Insulinspiegels zu führen.
Ein Einfluss des Arginin- und des erhöhten Insulingehaltes (Exp. III) auf den
Glucosespiegel wurde bei unseren Untersuchungen nicht beobachtet. Allerdings
erfolgt
die
Regulation
des
Blutglucosespiegels
stets
sehr
schnell
(eine
physiologische Notwendigkeit) und so wurde bei 10-tägiger Infusion von Arginin
nicht unbedingt eine Änderung erwartet.
Plasma-Insulin (µU/ml)
50
40
y = 13.60 + 1.01x
r = 0.53; SR = 11.66
30
20
10
0
0
3
6
9
12
15
18
Arginin-Infusion (g/d)
Abb. 11 Insulingehalt im Plasma nach intravenöser Arginin-Infusion (Exp. III)
76
Diskussion
5.4.2 IGF-1 und bGH
Die Konzentration von bovinem Wachstumshormon (bGH) ist im Blutplasma über
den Tagesverlauf nicht konstant, sondern tritt in sogenannten Peaks auf. Diese
Peaks dauern nur einige Minuten an und die Konzentration sinkt danach gleich
wieder ab (pulsatile Freisetzung). Eine Probenahme sollte deswegen in kurzen
Zeitabständen erfolgen (GLUCKMAN
wurden
eigene
Programme
ET AL.,
entwickelt,
1987). Für die Bestimmung des bGH
wie
z.B.
das
PULSAR©-Programm
(MERRIAM & WACHTER, 1982). Die von uns gewählte Probenahme der Blutproben mit
großen Abständen von einer bis zu sechs Stunden ist für die Bestimmung des bGH
nicht ideal. Allerdings konnten auch mit dieser wenigen Beprobung Einflüsse des
Arginins festgestellt werden, auf die weiter unten eingegangen wird.
RECABARREN
ET AL.
(1995) untersuchten Auswirkungen von intravenös infundiertem
Arginin (15 bzw. 30 g Arginin pro Tier und Tag) an 30 kg schweren Lämmern auf den
Gehalt an bGH, Glucose und Plasmaharnstoff. Die Infusion von Arginin wurde für
sechs Stunden aufrecht erhalten. Die Konzentration von Glucose im Plasma nahm
durch die Argininzufuhr signifikant ab, während die Plasmakonzentration von
Harnstoff anstieg. Ein starker Anstieg der bGH-Werte im Plasma resultierte durch die
Infusion von Arginin: während die Ausgangwerte zwischen 4,8 und 5,8 ng/ml lagen,
erhöhten sich die Werte im Plasma auf 13,3 (Arginindosis 15 g) bzw. auf 28,6 ng/ml
(Arginindosis 30 g).
Bei Untersuchungen an wachsenden Bullen konnte durch kontinuierliche abomasale
Infusion von 13,7 g Arginin pro Tag eine Veränderung der Konzentration von bGH im
Plasma, die durchschnittlich 12,4 ng/ml bei den Kontrolltieren und 19,6 ng/ml bei der
Arginin-Infusion betrug, festgestellt werden (RAGLAND-GRAY
ET AL.,
1997). Eine
Einflussnahme des Arginins auf IGF-1 oder Insulin im Plasma wurde dabei nicht
beobachtet. Die ermittelten Werte für IGF-1 lagen zwischen 46 und 75 ng/ml Plasma.
DAVENPORT
ET AL.
(1995) stellten bei Experimenten mit Lämmern, denen 0,5 oder
0,75 g Arg-HCl/kg LM geschützt verfüttert wurde, einen signifikanten Anstieg der
IGF-1 und bGH-Konzentration im Plasma fest. Die Werte lagen für IGF-1 zwischen
76,8 ng/ml der Kontrolltiere und 176,4 ng/ml bei der hohen Argininsupplementation.
Der Gehalt an bGH veränderte sich von durchschnittlich 12,2 auf 15,3 ng/ml.
VICINI ET AL. (1988) forschten an den Effekten, die durch Arginin bei intravenöser oder
abomasaler
Infusion
an
Milchkühen
bezüglich
77
Milchzusammensetzung
und
Diskussion
Konzentrationen von bGH und Insulin im Plasma auftraten. Die abomasale Infusion
versorgte die Tiere kontinuierlich mit 178 g Arginin pro Tag, während die intravenöse
Injektion des Arginins einmal täglich ca. 110 g Arginin enthielt und fünf Minuten
dauerte. Der Plasma-Argininspiegel wurde durch beide Applikationsarten signifikant
erhöht: der Ausgangswert betrug 7,5 µg/ml, bei der abomasalen Infusion konnten
19,0 µg/ml Plasma gemessen werden und bei intravenöser Injektion betrug der
Mittelwert 46,3 µg/ml. Ein Anstieg der Werte von Insulin und bGH trat nur bei
intravenöser Verabreichung auf und der Effekt hielt nur für 30 Minuten an. Die
Insulinkonzentration im Plasma erhöhte sich von 1,2 auf 2,8 ng/ml und die
durchschnittliche Konzentration von Wachstumshormon von 2,9 auf 5,9 ng/ml.
Bei eigenen Untersuchungen konnte kein Einfluss des Arginins auf den Gehalt an
IGF-1 ermittelt werden (Tab. 22). Die von uns gemessenen Werte im Plasma lagen
bei den Experimenten sehr unterschiedlich und lassen sich nur durch jahreszeitliche
Einflüsse erklären (BUBENIK ET AL., 1998).
Die Werte vom bovinem Wachstumshormon dagegen lassen sich gut in
Literaturwerte einordnen. Der in der Literatur beschriebene positive Effekt des
Arginins auf den Gehalt an bGH kam besonders zwischen der Dosierung 0 und 6 g
Arginin (Exp. II und III) zum Tragen. Bei Exp. I trat zwischen der Dosis 0 und 6 g
Arginin ein Abfall, dann ein kontinuierlicher Anstieg des bGH im Plasma auf (Tab.
22).
Der genaue Mechanismus der Stimulation der Freisetzung von bGH durch Arginin ist
noch nicht geklärt. Die pulsatile Freisetzung des bGH aus der Hypophyse unterliegt
der Regulation durch GH-Releasinghormon des Hypothalamus und Somatostatin
(GLUCKMAN
ET AL.,
1987). ALBA-ROTH
ET AL.
(1988) sahen es als erwiesen an, dass
die Wirkung des Arginins durch eine Suppression des Somatostatins hervorgerufen
wird.
Zusammenfassend ist festzustellen, dass sich die schon für Insulin nachgewiesene
anabole Wirkung des applizierten Arginins auch durch die Erhöhung des Gehaltes an
Wachstumshormon verifizieren lässt.
78
Diskussion
5.5
Arginin-Stoffwechsel
Unter dem Begriff Arginin-Stoffwechsel werden im folgenden alle Umsetzungen des
Arginins (Abb. 3) und auch die Beeinflussung der daraus entstandenen Metaboliten
wie Harnstoff oder Kreatinin verstanden. Auf Arginin als limitierende Aminosäure und
deren Einflussnahme auf N-Bilanz und freies Arginin im Plasma wurde gesondert
unter 5.3 eingegangen.
5.5.1 Abbau von 15N-Arginin
Wie in Abb. 12 zu sehen, besteht ein linearer Zusammenhang zwischen der
Exkretion von
15
N aus i.v. verabfolgtem
15
N-Arginin im Harn und der Höhe des
Plasma-Argininspiegels. Je höher die Konzentration von freiem Arginin im
Blutplasma, desto höher ist auch die 15N-Exkretion im Harn und somit der Abbau von
Arginin. Dieser Zusammenhang entspricht den Erwartungen.
Für die Beantwortung der Frage, ob Arginin sich in der Kontrollvariante im Mangel
befand, ist die Betrachtung der Beziehung zwischen Argininsupplementation und
15
N
im Harn (Abb. 13) von Bedeutung. Diesbezüglich besteht ein ähnlich linearer
Zusammenhang wie zwischen Plasma-Arginingehalt und
15
N-Exkretion im Harn. Der
Korrelationskoeffizient ist jedoch geringer und die Beziehung offensichtlich ein
Ausdruck des obigen Zusammenhanges. Der im Falle einer Argininunterversorgung
nach der Argininzulage zu erwartende sprunghafte Anstieg in der
im Harn ist nicht nachzuweisen.
79
15
N-Ausscheidung
15
N-Exkretion (% der
15
N-Dosis)
Diskussion
12
y = 4.97 + 0.03x
r = 0.67; S R = 1.33
10
8
6
4
2
0
15
32
49
66
83
100
Plasma-Arginin (µg/ml)
0g
6g
12 g
18 g
Abb. 12 Exkretion von 15N im Harn in Abhängigkeit vom Plasma-Argininspiegel
y = 5.99 + 0.08x
r = 0.28; SR = 1.74
10
8
6
4
2
15
N-Exkretion (% der
15
N-Dosis)
12
0
0
6
12
18
Arginindosis (g/Tier*d-1)
Abb. 13 Exkretion von 15N im Harn in Abhängigkeit von der Arginin-Infusion
Folgern lässt sich aus diesem Ergebnis, das der Argininbedarf wachsender
Jungbullen auch schon in der Kontrollvariante (0 g Arginin-Infusion) gedeckt worden
ist.
80
Diskussion
5.5.2 Arginase
Nur ein kleiner Anteil der im Dünndarm absorbierten Aminosäuren gelangt als freie
Aminosäuren in die periphere Blutzirkulation. Die Aminosäuren gelangen über den
Blutstrom zur Leber und werden dort zu großen Teilen, in Abhängigkeit von der
jeweiligen Aminosäure, metabolisiert (LOBLEY ET AL., 1996).
Es stellte sich die Frage, in welchem Ausmaß das abomasal infundierte Arginin
durch die Aktivität der Leber-Arginase zu Harnstoff metabolisiert wird. Dabei ist von
Interesse, ob sich die Aktivität der Arginase in Abhängigkeit von der infundierten
Argininmenge verändert.
WRAY-CAHEN ET AL. (1997) stellten bei Untersuchungen an Milchkühen fest, dass sich
die Arginin-Transportrate der Leber mit steigender Arginin-Infusion (bis zu 59 mmol/l
über sechs Stunden verteilt) in die Lebervene erhöhte. Die Autoren postulierten, dass
dies Ergebnis für ein kaum zu sättigendes Transportsystem der Leber spräche.
Untersuchungen an Färsen mit einer Lebendmasse von 180 bis 220 kg, die mit 24 g
Argininhydrochlorid oder Arginin plus Ammoniumacetat abomasal infundiert wurden,
zeigten einen Zusammenhang zwischen der Aktivität der Leber-Arginase und der
Höhe der Arginin-Infusion (KOENIG
ET AL.,
1982). Während sich die Aktivität der
Arginase durch alleinige Argininzufuhr in Bezug zu den Kontrolltieren dabei
tendenziell absenkte, erhöhte sie sich durch die Infusion von Arginin plus
Ammoniumacetat signifikant gegenüber der Arginingruppe. Die stärkste Erhöhung
der Arginaseaktivität konnte durch alleinige Ammoniumacetatzufuhr erkannt werden
(KOENIG
ET AL.,
1982). Das zeigt, dass sich die Arginaseaktivität dem Bedarf im
Harnstoffzyklus anpasst. Damit erklären sich auch die Befunde von ASHIDA & HARPER
(1961) und BOLING
ET AL.
(1978), die von steigender Arginaseaktivität durch erhöhte
Proteinzufuhr bei Bullen (220 kg LM) bzw. Ratten berichten.
Bei Untersuchungen an wachsenden Rindern (zwei Gruppen mit 180 und 280 kg LM)
wurde der Einfluss von injiziertem bGH auf die Aktivität der Arginase ermittelt. Die
Aktivität des Enzyms Arginase sank bei Applikation von bGH ebenso wie der
Plasma-Harnstoffspiegel (ELSASSER ET AL., 1996).
Da sich die Proteinzufuhr in unseren Experimenten konstant gestaltete und sogar die
infundierten Mengen an Arginin isonitrogen ausgeglichen wurden, wäre eine
81
Diskussion
Änderung
der
Arginaseaktivität
nur
auf
die
Erhöhung
der
Argininzufuhr
zurückzuführen gewesen. Die Aktivität der Arginase veränderte sich in unseren
Untersuchungen jedoch nicht gerichtet durch die Höhe der Argininzufuhr (Tab. 20).
Die Argininzulage von maximal 18 g/d (5,8 g N/d) entsprach aber insgesamt nur
einem geringen Bruchteil der gesamten Harnstoffbildung von ca. 25 g N/d (s. 4.4.1).
Während ein Anstieg des Arginingehalts im Plasma durch die Arginin-Infusion in
allen Experimenten sichtbar wurde, war der Anstieg durch die intravenöse
Infusionsart ungleich höher als bei der abomasalen Infusion (Abb. 6). Offensichtlich
war die Aktivität der Arginase in der Leber ausreichend, höhere Anteile des
absorbierten Arginins zu Harnstoff abzubauen.
5.5.3 Harnstoff im Plasma
Im Organismus des Wiederkäuers fungieren intensive Austauschprozesse des
endogenen Harnstoffs und anderer N-Metaboliten zwischen dem Blut und dem
Verdauungstrakt. Am Prozess der Wiederverwertung des Blutharnstoffs nimmt der
gesamte Verdauungstrakt teil, wobei seine Hydrolyse und Verwertung einen
natürlichen Vorgang darstellt, der für die Erhaltung der Stickstoffzirkulation
unentbehrlich ist (BODA, 1980).
EISEMANN
ET AL.
(1989) fanden bei ihren Untersuchungen an 295 kg schweren
Fleischrindern einen Harnstoffspiegel im Blut von 1,61 mmol/l, der sich durch
Injektion von Wachstum stimulierendem Somatotropin erwartungsgemäß erniedrigte
(auf 1,24 mmol/l), da bei einer höheren Aminosäureverwertung nicht so viele
Aminosäuren der Oxidation mit dem Endprodukt Harnstoff unterliegen.
Die
Harnstoffsynthese
der
Leber
wird
mit
Erhöhung
des
bovinen
Wachstumshormons im Plasma absenkt, bestätigte auch REYNOLDS (1992).
Bei abomasaler Applikation von zwei unterschiedlichen Arginin-Dosierungen an
Färsen (233 kg LM) wurde der Harnstoffgehalt im Plasma signifikant erhöht
(DAVENPORT ET AL., 1990a). Während die Harnstoff-Konzentration der Kontrolltiere bei
1,38 mmol/l lag, erhöhte sich der Spiegel durch die Infusion von 0,33 g Arg-HCl/kg
LM (das entspricht in etwa 63,5 g Arginin/Tier*d-1) auf 2,18 mmol/l Plasma. Durch
eine höhere Arginin-Dosierung von 0,5 g Arg-HCl/kg LM (ca. 96,2 g Arginin/Tier*d-1)
steigerte sich der Wert allerdings nur unwesentlich weiter auf 2,28 mmol/l Plasma.
KOENIG
ET AL.
(1982) ermittelten bei Experimenten mit Färsen (185 kg LM), denen
Arginin und/oder Ammoniumacetat abomasal verabreicht wurde, ebenfalls einen
82
Diskussion
ansteigenden Harnstoffgehalt im Blutplasma. Bei einer Dosierung von 24 g
Argininhydrochlorid pro Tier und Tag (das entspricht ca. 19,8 g Arginin und damit in
etwa der von uns gewählten höchsten Stufe der Arginin-Infusion von 18 g/d) erhöhte
sich der Kontrollwert signifikant von 1,12 mmol Harnstoff auf 1,36 mmol/l Plasma.
Durch die zusätzliche Verabreichung von Ammoniumacetat zum Arginin ergab sich
ein Wert von 2,27 mmol Harnstoff je Liter Plasma.
Bei den eigenen Untersuchungen an Jungbullen der Rasse Deutsche Holstein mit
einer durchschnittlichen Lebendmasse von 220 kg (Exp. I), 190 kg (Exp. II) und
170 kg (Exp. III) konnten bei isonitrogener Infusion von vier unterschiedlichen
Arginindosierungen Harnstoffkonzentrationen von ca. 1,2 (Exp. I) und 1,6 (Exp. II
und III) mmol/l Plasma quantifiziert werden. Im Gegensatz zu den obigen Befunden
konnte kein Anstieg durch das applizierte Arginin beobachtet werden, sondern ein
Abfall. Bei intravenöser Infusionsart wurde ein signifikanter Abfall durch steigende
Argininsupplementation erreicht (Tab. 16), Nach abomasaler Verabfolgung war eine
sinkende Tendenz des Harnstoffspiegels im Blutplasma in Exp. II zu beobachten
(Tab. 16).
Bei den gegensätzlichen Befunden zum Harnstoffgehalt im Blut von Literaturquellen
und eigenen Untersuchungen ist zu bedenken, dass die von uns gewählte ArgininInfusion auf isonitrogenem Niveau durchgeführt wurde, während die oben
aufgeführten Arbeiten eine um die jeweilige Infusionsmenge höhere N-Aufnahme (bis
zu 31 g N/d) realisiert haben. Das im Organismus nicht benötigte Arginin wird im
Harnstoffzyklus zu Harnstoff metabolisiert (vgl. 2.3.4). Insofern sind die obigen
Literaturbefunde zum Harnstoff als Indikator der Aminosäureverwertung unter dem
Einfluss von Arginin nur sehr eingeschränkt aussagefähig.
Aufgrund der von uns gewählten isonitrogenen Infusion mit Ausgleich durch
Harnstoff in der Infusionslösung (Exp. I und II), wäre auch ein Anstieg des
Plasmaharnstoffs als Ausdruck einer abomasalen Supplementation des Harnstoffs
denkbar. Aus theoretischen Erwägungen dürfte das jedoch nicht der Fall sein. Dem
methodischen Herangehen lag der Denkansatz zu Grunde, dass überschüssiges
Arginin
gleichfalls
zu
Harnstoff
umgesetzt
wird.
Eine
Verringerung
des
Harnstoffspiegels durch die Argininzufuhr ist somit in jedem Fall ein Indikator für eine
verbesserte Aminosäure-Verwertung.
83
Diskussion
5.5.4 Harnstoffumsatz gemessen mit 15N- und 13C-Harnstoff
Die von uns gefundene Erniedrigung des Plasmaharnstoffgehalts führen wir auf eine
bessere Proteinverwertung durch die Arginin-Infusion, und somit eine geringere
Harnstoffsynthese, zurück. Um diese zu messen, ist man auf die Nutzung von
Tracermethoden angewiesen.
Im vorliegenden Fall wurde die Isotopenverteilungsmethode genutzt. Der intravenös
applizierte markierte Harnstoff verteilt sich zunächst im Harnstoffpool des Körpers.
Von hier aus besteht die Möglichkeit, wie in Abb. 4 gezeigt, über die Niere
ausgeschieden oder im Magen-Darm-Trakt abgebaut zu werden. Der im Harn
gefundene Traceranteil der infundierten Dosis entspricht dem Anteil des Harnstoffs,
der insgesamt durch den Harnstoffpool fließt. In Abb. 4 ist zu erkennen, dass ein Teil
des im Magen-Darm-Trakt mikrobiell verwerteten Harnstoff-N (jedoch nicht HarnstoffC) in das tierische Gewebe rezykliert wird. Das unterschiedliche Niveau der
gemessenen Harnstoff-Umsatzdaten zwischen abomasaler und intravenöser Infusion
beruht auf den verschiedenen Tracern. Während die Stoffwechselwege des
15
N-
Harnstoffs auf dem N-Metabolismus beruhen (also Rezyklierung mit den Stufen
Harnstoff–N, Hydrolyse zu NH3-N im Magen-Darm-Trakt, Einbau in mikrobielles
Aminosäure-N, Ausscheidung im Kot bzw. Absorption als AS-N, teilweiser Abbau zu
Harnstoff-N) so besteht bei Verwendung des Markers
13
C-Harnstoff im Magen-Darm-
Trakt die Gegebenheit der Hydrolyse zu NH3 und CO2 mit nachfolgender
Ausscheidung des CO2 mit der Atemluft.
Die von uns ermittelten Werte zeigen unabhängig von der Infusionsart keine
eindeutige Beeinflussung des Harnstoff-Fluxes durch die Arginin-Supplementation.
Während bei der abomasalen Infusion noch ein leichter Trend zur Absenkung der
Werte mit steigender Argininzufuhr besteht (Tab. 14), der die Aussagen zu einer
verringerten Harnstoffsynthese durch die Arginin-Infusion unterstützt, ist bei der
intravenösen Applikation keine gerichtete Einflussnahme zu sehen (Tab. 15).
Die Annahme, die auf dem abfallenden Harnstoffgehalt im Plasma beruht, dass
Arginin
die
Harnstoffsynthese-
durch
eine
bessere
Aminosäureverwertung
vermindert, kann durch die Werte des Harnstoffumsatzes bei intravenöser Infusion
nicht bestätigt werden.
84
Diskussion
5.5.5 Kreatinin im Plasma und im Harn
KNOWLES
ET AL.
(2000) gaben den Referenzbereich für Kreatinin im Blut mit 44 bis
165 µmol/l für neugeborene Kälber bis zum 83. Lebenstag an.
MONKE ET AL. (1998) ermittelten Werte für den Kreatiningehalt im Blut von gesunden
Rindern im Alter zwischen 7 und 14 Monaten von 88 bis 140 µmol/l. Mit
zunehmendem Alter steigt der Kreatiningehalt im Blut auf Werte zwischen 114 bis
180 (Alter 22 bis 30 Monate) und für Tiere über 4 Jahre zwischen 170 und 260
µmol/l.
Die von uns ermittelten Plasmawerte des Kreatinins lassen sich mit ca. 100 bis 110
µmol/l für Experiment I und II bzw. um 90 µmol/l bei Experiment III gut in die
Literaturwerte einordnen. Ein Anstieg der Kreatininwerte im Blutplasma bei
abomasaler Arginin-Infusion lässt sich durch die Metabolisierung des Arginins zu
Kreatin und weiter zu Kreatinin erklären. Dies Ergebnis wurde bei intravenöser
Infusion des Arginins nicht bestätigt, jedoch bei abomasaler Infusion. Eine mögliche
Erklärung findet sich in der Regulation der Kreatininsynthese durch Beeinflussung
des Enzyms Arginin-Glycin-Transaminidase (vgl. 2.3.4). Wie von GUTHMILLER
ET AL.
(1994) herausgefunden wurde, unterliegt das Enzym einer Regulation durch
Kreatinin und Wachstumshormon. Da die Konzentrationen von bGH in den
Experimenten unterschiedlich hoch waren (Exp. I zwischen 16 und 25 µg/ml, in Exp.
III nur zwischen 4,7 und 12 µg/ml, siehe Tab. 19), ist eine Einflussnahme des
Hormons plausibel, da durch einen erhöhten Wachstumshormonspiegel die
Kreatininsynthese gefördert wird und so zu einem hohen Plasma-Kreatiningehalt
führt (Exp. I und II).
Wie von anderen Autoren postuliert, kamen auch KREUZER
ET AL.
(1995) durch
Versuche an Schafen zu dem Schluss, dass die Kreatinin-Exkretion in engem
Zusammenhang zu Lebendmasse und Alter der Tiere steht (vgl. 2.3.4).
VISEK (1986) dagegen fasst Ergebnisse von CRIM ET AL. (1975) zusammen, in denen
der Kreatinpool des Körpers durch Arginin- oder Glycinzufuhr beeinflusst werden
kann. Die Ausscheidung von Kreatinin als Anhydrid des Kreatins geschehe
kontinuierlich in Abhängigkeit von der Höhe des Kreatinpools im Körper und
unabhängig von der Körpermasse.
85
Diskussion
Bei Untersuchungen an wachsenden Rindern (320 kg LM) wurden Werte zwischen
26 und 31 mg/kg LM für steigende Muskelmasse ermittelt (das entspricht einer
Kreatininausscheidung von ca.110 bis 131 mg/kg LM 0,75) (MCCARTHY ET AL., 1983).
Die Ausscheidung von Kreatinin im Harn je kg LM0,75 betrug bei unseren
Untersuchungen zwischen 180 und 280 mg. Eine Erklärung für die höheren Werte
als in der oben zitierten Arbeit konnte nicht gefunden werden. Der von (VISEK, 1986)
(s.o) gefundene Zusammenhang zwischen Arginin und der Kreatininausscheidung
konnte durch unsere Experimente nicht bestätigt werden.
Die ermittelte Regression, in der alle Experimente zusammengefasst wurden, stellt
sich für die Kreatinin-Exkretion (y, in mmol/kg LM0,75) in Abhängigkeit von der
Arginindosis (x, in g/d) wie folgt dar:
y = 0,25 – 0,001x; r = 0,22,
SR = 0,04
Die Kreatininexkretion im Harn aller Experimente zusammengefasst sinkt also mit
steigender Arginin-Infusion ab.
86
Diskussion
5.5.6 Kalkulation des Argininbedarfs
Unter
Berücksichtigung
der
von
GABEL
&
POPPE
(1988)
ermittelten
Aminosäuregehalte je 16 g N-Ansatz bei wachsenden Bullen lässt sich der ArgininNettobedarf kalkulieren. Für Arginin beträgt dieser Wert 6,82 g/16 g N.
Tab. 23 N-Ansatz, abgeleiteter Argininbedarf sowie Arginin–Fluss ins Duodenum
bei abomasaler (Exp. I + II) bzw. intravenöser (Exp. III) Arginin-Infusion
N-Bedarf
Exp. Arg.dosis Erhaltung Ansatz Gesamt2
g/d
I
0
17.8
30.3
48.1
6
17.8
33.0
50.8
12
17.9
33.9
51.8
18
17.7
32.2
49.9
1
1
BedarfN3
Arginin
BedarfN+E4 BedarfD5 FlussD6
g/d
12.9
14.1
14.4
13.7
20.5
21.7
22.1
21.3
34.5
36.4
37.1
35.8
21.7
28.1
33.2
39.6
II
0
6
12
18
15.3
15.2
15.3
15.3
29.5
30.2
31.5
32.1
44.8
45.4
46.8
47.4
12.6
12.9
13.4
13.7
19.1
19.4
19.9
20.2
32.1
32.5
33.5
34.0
17.0
23.1
29.2
35.3
III
0
6
12
18
16.0
15.9
15.9
16.0
32.8
32.6
33.4
34.4
48.8
48.5
49.3
50.4
14.0
13.9
14.2
14.7
20.8
20.7
21.0
21.5
35.0
34.8
35.3
36.1
20.7
26.5
32.2
38.6
N-Erhaltung = endog. Kot-N + endog. Harn-N + Oberflächenverlust
N-Bedarf gesamt = N-Erhaltung + N-Ansatz; 3 Arg-Nettobedarf = 6,82/16*N-Ansatz;
4
Arg-Bedarf für Erhaltung und Ansatz = 6,82/16* N-Bedarf gesamt;
5
Arg-Bedarf am Duodenum = Arg-BedarfN/0,7/0,85;
6
Arg-fluss am Duodenum = (5,7*svOS + 0,242 ArgF ± 4,7) + Arginindosis
2
Aufgrund der Annahme, dass der (aus dem N-Erhaltungsbedarf abgeleitete) Bedarf
der einzelnen Aminosäuren für Erhaltung im wesentlichen durch die ASZusammensetzung
des
Körperproteins
determiniert
wird,
kann
somit
der
Argininbedarf für Erhaltung und Ansatz (Arginin-BedarfN+E) berechnet werden
(GABEL ET AL., 1996) (Tab. 23).
Der Brutto-Argininbedarf am Duodenum (Arginin-BedarfD,) errechnet sich aus dem
Argininbedarf für Erhaltung und Ansatz (Arg-BedarfN+E) unter Berücksichtigung der
Absorbierbarkeit von 85 % und einer Verwertung der absorbierten Aminosäuren von
70 % (AFB, 1995), die auch für die intravenöse Infusionsart unterstellt wurde.
87
Diskussion
Die Kalkulation für den Netto-N-Erhaltungsbedarf (N-Erhaltung) erfolgt gemäß der
Summenbildung aus den nachfolgend aufgeführten Gleichungen:
Endogener Harn-N
= 5,9206 log LM – 6,76
(ROY 1979)
Endogener Kot-N
= 2,19 kg TS-Aufnahme/d
(AfB 1995)
Oberflächenverlust
= 0,018 kg LM
0,75
(NRC 1976)
Die Quantifizierung des Flusses der einzelnen Aminosäuren in das Duodenum aus
einfachen Rationsparametern ist von GABEL & POPPE (1986a) vorgenommen worden.
Für Arginin ermittelten die Autoren folgenden Regressionsansatz:
Arginin-FlussD = 5,7 kg svOS + 0,242 Arg-Aufnahme (Futter) ± 4,7
Dabei stellt das erste Glied der Regressionsgleichung die Synthese des mikrobiellen
Arginins dar, das zweite Glied berücksichtigt das im Vormagensystem nicht
abgebaute Arginin.
Kalkulierter Argininbedarf und -Fluss ins Duodenum
Arg-bedarf und -Fluss (g/d)
40
35
30
25
20
15
5
0
0
6
12
18
Arginininfusion (g/Tier*d )
-1
Arg-bedarf D
Arg-Fluss D
Abb. 14 Kalkulierter Argininbedarf und –Fluss ins Duodenum
Anhand der Abb. 14, die den Bedarf und Fluss an duodenalem Arginin (ArgininD)
gegenüberstellt, wird deutlich, dass der geschätzte Argininbedarf am Duodenum für
wachsende Jungbullen größer ist, als der kalkulierte Argininfluss am Duodenum. Die
Infusion von 6 bis 18 g Arginin pro Tier und Tag erhöht den Fluss am Darm zwar
88
Diskussion
beträchtlich, übersteigt den Bedarf jedoch nur bei der höchsten Dosierung. Eine
Deckung des Argininbedarfs über die Absorbierbarkeit aus Arginin diätetischer
Herkunft ist danach kaum möglich.
Zunächst erscheint das Ergebnis der
15
N-Exkretion mit dem Harn (Exp. III, siehe
5.5.1), das sich mit steigender Arginindosis linear erhöhte und somit für eine
Deckung des Argininbedarfs spricht (Abb. 13), im Kontrast zu den oben gemachten
Aussagen zu stehen.
Andererseits ist aber zu folgern, dass eine beträchtliche Menge Arginin (bei der
Dosierung 0 g Arginin besteht eine Differenz zwischen Argininbedarf und Argininfluss
am Duodenum von ca. 15 g, siehe oben) aus körpereigener Synthese dem
Organismus der Tiere zur Verfügung stehen muss. Die Argininsynthese findet neben
der Leber überwiegend in der Niere statt (vgl.2.3.1) und das dort produzierte Arginin
dient in erster Linie der Proteinsynthese (FEATHERSTON ET AL., 1973).
Der von anderen Autoren kalkulierte Netto-Argininbedarf gibt Werte zwischen 5,6
und 13 g/d (vgl. Tab. 2) bei den gewählten Bedingungen an (FENDERSON & BERGEN,
1975; GABEL & POPPE, 1986b). Da die von uns gewählte Kalkulation auf den von
GABEL & POPPE (1986b) abgeleiteten Arginingehalt für den N-Zuwachs basiert,
kommen die dort ermittelten Bedarfswerte für Arginin (für Bullen mit einer
Lebendmasse von 200 kg und einer täglichen Zunahme von 1000 g beträgt der
Argininbedarf ca. 13 g) auch am ehesten für einen Vergleich in Frage (Tab. 23).
Aus dem ermittelten N-Ansatz (Tab. 13, siehe auch Tab. 23) und Abb. 14 lässt sich
schlussfolgern, dass die Eigensynthese von Arginin beim wachsenden Jungbullen
offenbar groß genug ist, um die Differenz zwischen Bedarf und Zufuhr
auszugleichen.
89
Diskussion
5.6
Zusammenfassende Diskussion und Schlussfolgerungen
Die Ergebnisse der Untersuchungen zeigen, dass durch die kontinuierliche
abomasale oder intravenöse Zuführung von 6 bis 18 g L-Arginin/Tier*d-1 das
Leistungsniveau
wachsender
Jungbullen
der
Rasse
Deutsche
Holstein
im
Lebendmassebereich von 150 bis 250 kg und einem N-Ansatz von 29,5 bis 34,4 g/d
nicht signifikant erhöht werden konnte.
Die N-Bilanz zeigte nur in der Tendenz einen geringfügigen Anstieg mit steigender
Argininsupplementation. Die Konzentration der Plasma-Aminosäuren veränderte sich
in den Experimenten nur für Arginin gerichtet signifikant. Die Erhöhung der
Argininkonzentration erfolgte jedoch kontinuierlich und wies keinen sprunghaften
Verlauf auf. Da die anderen Aminosäuren nicht gerichtet beeinflusst wurden, lässt
sich aufgrund dieser Ergebnisse keine limitierende Wirkung des Arginins verifizieren.
Andere untersuchte Parameter wie Harnstoffumsatz, Harnstoffspiegel im Plasma und
die Daten des
15
N-Arginin-Umsatzes weisen bei unseren Untersuchungen ebenfalls
nicht darauf hin, dass Arginin unter diesen Versuchsbedingungen für den
Proteinansatz wachsender Jungbullen erstlimitierend war.
Die Ergebnisse zeigen jedoch, dass Arginin einen anabolen Effekt ausübte. Das folgt
aus dem in der Tendenz erhöhten N-Ansatz und verminderten Harnstoffspiegel.
Diese Messergebnisse finden in der Steigerung des Gehaltes an bovinem
Wachstumshormon und vorallem Insulin im Plasma durch den Argininzusatz ihre
physiologische Erklärung.
Von besonderem Interesse war weiterhin die Beantwortung der Frage, ob das
abomasal verabfolgte Arginin im peripheren Gewebe wirksam werden kann, da das
Arginin nach der Absorption über die Pfortader zur Leber gelangt. Die Leber besitzt
als Gewebe der Harnstoffsynthese eine hohe Arginase-Aktivität. Während die
Arginase-Aktivität bei unseren Untersuchungen nicht durch die Höhe der ArgininInfusion verändert wurde, zeigte sich am Plasmaspiegel des freien Arginins, dass
dieser ungleich stärker erhöht wird, wenn Arginin nicht abomasal sondern intravenös
verabfolgt wird. Dadurch wird belegt, dass das Enzym Arginase einen beträchtlichen
Teil des abomasal infundierten Arginins umsetzt und es so dem Körper nicht zu
anabolen Zwecken zur Verfügung steht.
90
Diskussion
Aus den vorgestellten Aussagen lassen sich die folgenden Schlussfolgerungen
ableiten:
1. Arginin konnte unter den gewählten Bedingungen bei Jungbullen der Rasse
Deusche Holstein im Lebendmasseabschnitt zwischen 150 und 250 kg bei
einer Energieaufnahme von 40 MJ ME pro Tag und einem N-Ansatz von 29,5
bis 34,4 g/d nicht als erstlimitierende Aminosäure identifiziert werden.
2. Arginin ist beim wachsenden Jungbullen anabol wirksam.
3. Im Absorptions- und Lebergewebe wird ein großer Teil des postruminal
absorbierten Arginins metabolisiert.
91
Zusammenfassung
6
Zusammenfassung
Durch die vorliegende Arbeit sollte der Frage nachgegangen werden, ob L-Arginin für
den Proteinumsatz wachsender Rinder limitierend ist. Darüber hinaus war von
Interesse,
ob
diesbezüglich
zwischen
der
abomasalen
und
intravenösen
Supplementation von L-Arginin Unterschiede bestehen.
Es wurden insgesamt 3 Experimente, deren Versuchsanlage einem lateinischen
Quadrat (4 x 4) entsprach, an je 4 wachsenden Jungbullen der Rasse Deutsche
Holstein (LM 150 bis 250 kg) durchgeführt. L-Argininmonohydrochlorid wurde in 4
Dosierungen (0, 6, 12 und 18 g L-Arginin/Tier*d-1) über angelegte Katheter abomasal
(Exp. I und II) oder intravenös (Exp. III) isonitrogen verabfolgt. Die Infusion erfolgte
kontinuierlich über 11 (Exp.I und II) bzw. 10 (Exp. III) Tage, die Kot-und
Harnsammlung erfolgte über 7 (Exp. I und II) bzw. 6 (Exp. III) Tage. Die Tiere waren
in Stoffwechselkäfigen aufgestallt und hatten freien Zugang zu Wasser. Die
Tagesration wurde auf zwei Portionen aufgeteilt und enthielt durchschnittlich 4,0 kg
TS, 10 MJ ME/kg TS und 120 g/kg TS Rohprotein. Sie bestand aus 20 %
Trockengrün, 27 % Trockenschnitzel, 10 % Stroh und 43 % Getreidemischfutter (TSBasis). Am jeweils letzten Versuchstag wurden Blut- und Leberbiopsieproben
gewonnen. Mittels Isotopentracer wurde in allen Experimenten der Harnstoffumsatz
und in Exp. III die Abbaurate von Arginin gemessen.
Die ermittelten Werte der N-Bilanz lagen zwischen 29,5 und 34,4 g/d und wurden
durch die Arginin-Infusion in allen Experimenten nur minimal gesteigert. Die
Konzentration des Harnstoffs im Plasma sank mit steigender Argininzufuhr ab, ein
eindeutiger Einfluss des Arginins auf den Harnstoffumsatz (mittels
15
N- und
13
C-
Harnstoff als Tracer) konnte nicht nachgewiesen werden. Durch die Applikation von
Arginin erhöhte sich der Plasma-Argininspiegel in allen Experimenten signifikant,
durch intravenöse Zufuhr jedoch wesentlich stärker als bei abomasaler Infusion. Ein
deutlicher Effekt auf den Gehalt von Insulin und Wachstumshormon trat nur bei
intravenöser Infusion auf. Eine Beeinflussung der Arginaseaktivität in der Leber
wurde in keinem der Experimente festgestellt.
Es wird gefolgert, dass unter den gewählten Bedingungen bei wachsenden
Jungbullen L-Arginin nicht limitierend ist. L-Arginin ist jedoch anabol wirksam.
Postruminal appliziertes Arginin wird peripher nicht so wirksam wie intravenös
92
Zusammenfassung
zugeführtes Arginin. Offensichtlich wird ein größerer Teil des absorbierten L-Arginins
in der Leber zu Harnstoff metabolisiert, ohne dass die Aktivität der Arginase ansteigt.
93
Summary
7
Summary
Heinze, Jana:
Nitrogen metabolism in growing bulls infused with arginine
These experiments were conducted to determine the influence of the possibly limiting
amino acid L-arginine on N-retention, plasma concentration of amino acids and urea
and hormonal status in growing bulls.
Three experiments, designed as 4 x 4 Latin square study with each four German
Holstein bull calves (150 – 250 kg body weight) were carried out with abomasally or
intravenously (i.v.) infused arginine. Treatment consisted of isonitrogenous
compounds of no supplemental L-arginine-HCl, or supplements that provided 6, 12,
or 18 g L-arginine per animal*d-1. In Experiment I and II animals were surgically fitted
with permanent abomasal catheters, whereas in Experiment III jugular catheters
were used for infusion. Infusion lasted for 11 (Exp. I and II) and 10 (Exp. III) days,
respectively, excreta collection for 7 (Exp. I and II) and 6 (Exp. III) days, respectively.
The animals were housed individually in metabolism crates with unlimited access to
water. On average bulls received 4.0 kg DM/d of the diet (10 MJ ME/kg DM; 120 g
CP/kg DM) in equal portions at 0700 and 1600 throughout the experiment. Four
blood samples were drawn on the last day of the experiment. Liver samples were
taken by needle biopsy.
Infusion of L-arginine resulted in only minimal enhancement in N-retention with
values between 29.5 and 34.4 g/d averaged for all experiments. Although plasma
urea appeared to decrease with increasing arginine doses, this was not confirmed by
results of urea turnover (estimated with
15
N- and
13
C-urea as tracers). Plasma
arginine concentrations were significantly elevated by both i.v. and abomasal
infusion. The effect was much more pronounced for i.v. infusion, similarly for
concentrations of insulin and bovine growth hormone in plasma. There was no
obvious influence of infused arginine on liver arginase activity.
Although L-arginine induced an anabolic effect in growing bulls, we found no
evidence for a limiting role of arginine in these experiments.
Thus, postruminally infused and absorbed arginine is obviously degraded to a great
extent by liver metabolism.
94
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115
Verzeichnis der Abbildungen und Tabellen
9
Verzeichnis der Abbildungen und Tabellen
Abbildungen
Seite
Abb. 1
Synthese von Arginin (LÖFFLER & PETRIDES, 1998) ........................... 17
Abb. 2
Harnstoffzyklus (LÖFFLER & PETRIDES, 1998)..................................... 22
Abb. 3
Schematische Darstellung der Stoffwechselwege des Arginins .............. 27
Abb. 4
Harnstoff-Umsatz..................................................................................... 52
Abb. 5
Einfluss des Futtergabe auf den Arginingehalt im Plasma....................... 59
Abb. 6
Einfluss der abomasalen und i.v. Arginin-Infusion auf freies Arginin im
Plasma..................................................................................................... 60
Abb. 7
Einfluss des Plasma-Argininspiegels auf den N-Ansatz (Exp. I + II)........ 70
Abb. 8
Einfluss des Plasma-Argininspiegels auf den N-Ansatz (Exp. III) ............ 70
Abb. 9
Plasma-Arginin nach abomasaler Arginin-Infusion (Exp.I+II)................... 73
Abb. 10
Plasma-Arginin nach intravenöser Arginin-Infusion (Exp. III)................... 73
Abb. 11
Insulingehalt im Plasma nach intravenöser Arginin-Infusion (Exp. III) ..... 76
Abb. 12
Exkretion von 15N im Harn in Abhängigkeit vom Plasma-Argininspiegel . 80
Abb. 13
Exkretion von 15N im Harn in Abhängigkeit von der Arginin-Infusion ....... 80
Abb. 14
Kalkulierter Argininbedarf und –Fluss ins Duodenum .............................. 88
116
Verzeichnis der Abbildungen und Tabellen
Tabellen
Seite
Tab. 1
Aminosäurezusammensetzung von mikrobiellem Protein,
Duodenaldigesta, Schlachtkörper und Milch in g/16 g N nach
Literaturangaben...................................................................................... 10
Tab. 2
Netto-Bedarf von Arginin nach Literaturangaben..................................... 19
Tab. 3
Relative Arginase-Aktivität in verschiedenen Geweben........................... 21
Tab. 4
Versuchsanlage aller Experimente .......................................................... 32
Tab. 5
Zusammensetzung und Nährstoffgehalt der Rationen............................. 33
Tab. 6
Isonitrogener Ausgleich der Arginindosierungen ..................................... 34
Tab. 7
Probenahme ............................................................................................ 35
Tab. 8
Verwendete Chemikalien für die Arginase-Analytik ................................. 40
Tab. 9
Mittlere Lebendmasse der Versuchstiere ................................................ 44
Tab. 10
Mittlere Aufnahme der Rohnährstoffe ...................................................... 46
Tab. 11
Scheinbare Verdaulichkeit der Rohnährstoffe ......................................... 47
Tab. 12
Scheinbare Verdaulichkeit der Aminosäuren in % ................................... 49
Tab. 13
N-Bilanz in g/Tier*d-1 ................................................................................ 51
Tab. 14
Harnstoff -Umsatz nach abomasaler Arginin-Infusion (Exp. I + II) ........... 53
Tab. 15
Harnstoff -Umsatz nach intravenöser Arginin-Infusion (Exp. III) .............. 54
Tab. 16
Harnstoffkonzentration im Blutplasma ..................................................... 55
Tab. 17
Mittelwerte der freien Aminosäuren im Plasma (µg/ml) ........................... 57
Tab. 18
Exkretion von 15N im Harn nach i.v. Injektion von 15N-Arginin ................. 61
Tab. 19
Kreatiningehalt im Plasma und Ausscheidung im Harn ........................... 62
Tab. 20
Aktivität der Leber-Arginase .................................................................... 63
Tab. 21
Glucose- und Insulingehalte im Vollblut bzw. Plasma.............................. 64
Tab. 22
Konzentrationen von IGF-1 und bGH im Blutplasma ............................... 65
Tab. 23
N-Ansatz, abgeleiteter Argininbedarf sowie Arginin–Fluss ins
Duodenum ............................................................................................... 87
117
Verzeichnis der Abbildungen und Tabellen
Anhang
Tab. A 1 Lebendmasse der Versuchstiere in kg....................................................119
Tab. A 2 Trockensubstanz- und Energieaufnahme der Versuchstiere pro Tag.....119
Tab. A 3 Weender Analyse der Futtermittel ..........................................................120
Tab. A 4 Nährstoffgehalte der Kotproben..............................................................121
Tab. A 5 Harnausscheidungen in g/Tier*d-1 ..........................................................122
Tab. A 6 N-Bilanz in g/d ........................................................................................123
Tab. A 7 Scheinbare Verdaulichkeit der Rohnährstoffe (Experiment I) .................124
Tab. A 8 Scheinbare Verdaulichkeit der Rohnährstoffe (Experiment II) ................125
Tab. A 9 Scheinbare Verdaulichkeit der Rohnährstoffe (Experiment III) ...............126
Tab. A 10 Aminosäuregehalte in Futtermitteln und Kot (g AS/16 g N) ....................127
Tab. A 11 Harnstoff und 15N-Harnstoff im Harn nach i.v. Verabfolgung von 15N2Harnstoff am Tag 2 der Sammelperiode (Exp.I) .....................................128
Tab. A 12 Harnstoff und 15N-Harnstoff im Harn nach i.v. Verabfolgung von 15N2Harnstoff am Tag 1 der Sammelperiode (Exp.II) ....................................130
Tab. A 13 Exkretion von 15N im Harn nach i.v. Verabfolgung von 15N-Arginin
(Exp.III) ...................................................................................................132
Tab. A 14 Exkretion von 13C im Harn nach i.v. Verabfolgung von 13C-Harnstoff
(Exp.III) ...................................................................................................133
Tab. A 15 Blutparameter .........................................................................................134
Tab. A 16 Aktivität der Arginase im Lebergewebe ..................................................138
Tab. A 17 Freie Aminosäuren im Plasma (µg/ml) Exp. I .........................................139
Tab. A 18 Freie Aminosäuren im Plasma (µg/ml) Exp. II ........................................140
Tab. A 19 Freie Aminosäuren im Plasma (µg/ml) Exp. III .......................................142
118
Tabellenanhang
10
Tabellenanhang
Tab. A 1 Lebendmasse der Versuchstiere in kg
Experiment I
Periode Tier Gewicht
1
83
187
84
205
87
204
93
210
2
83
206
84
225
87
221
93
225
3
83
219
84
244
87
231
93
239
4
83
234
84
256
87
243
93
255
Experiment II
Periode Tier Gewicht
1
14
184
15
171
20
155
26
176
2
14
197
15
185
20
175
26
194
3
14
204
15
198
20
187
26
202
4
14
214
15
205
20
203
26
216
Experiment III
Periode Tier Gewicht
1
30
146
36
155
43
165
46
156
2
30
155
36
166
43
172
46
170
3
30
167
36
180
43
183
46
180
4
30
179
36
185
43
191
46
189
Tab. A 2 Trockensubstanz- und Energieaufnahme der Versuchstiere pro Tag
Experiment 1
Experiment 2
Experiment 3
TS Energie
TS Energie
TS Energie
Periode Tier kg MJ ME Periode Tier kg MJ ME Periode Tier kg MJ ME
1
83 4.30 42.3
1
14 3.47 32.9
1
30 3.84 41.4
84
*
*
15 3.47 33.1
36 3.79 41.2
87 4.29 42.5
20 3.37 33.8
43 3.95 40.4
93 4.30 45.8
26 3.47 34.9
46 3.92 41.1
2
83 4.42 42.2
2
14 3.46 32.3
2
30 3.94 42.4
84 4.39 47.8
15 3.46 34.6
36 3.94 41.4
87 4.42 41.5
20 3.46 35.1
43 3.94 42.6
93 4.42 44.3
26 3.46 34.6
46 3.94 41.2
3
83 4.42 42.3
3
14 3.48 35.8
3
30 3.99 41.5
84 4.42 48.6
15 3.48 35.4
36 3.99 39.9
87 4.42 43.6
20 3.48 36.3
43 3.99 43.5
93 4.42 44.8
26 3.48 36.4
46 3.99 40.3
4
83 4.34 40.5
4
14 3.47 33.7
4
30 4.00 42.4
84 4.34 48.2
15 3.47 33.4
36 4.00 42.9
87 4.34 42.3
20 3.47 33.5
43 3.96 43.2
93 4.34 43.6
26 3.47 35.5
46 4.00 41.5
*Tier 2 wurde krankheitsbedingt von Periode 1 ausgeschlossen.
119
Tabellenanhang
Tab. A 3 Weender Analyse der Futtermittel
Exp. Periode
I
1
2
3
4
II
1
2
3
4
III
1
2+3
4
Futtermittel
Stroh
Trockengrünpellets
Trockenschnitzel
Getreidemischung
Futterrest Tier 87
Futterrest Tier 93
Stroh
Trockengrünpellets
Trockenschnitzel
Getreidemischung
Stroh
Trockengrünpellets
Trockenschnitzel
Getreidemischung
Stroh
Trockengrünpellets
Trockenschnitzel
Getreidemischung
Stroh
Trockengrünpellets
Trockenschnitzel
Getreidemischung
Stroh
Trockengrünpellets
Trockenschnitzel
Getreidemischung
Stroh
Trockengrünpellets
Trockenschnitzel
Getreidemischung
Stroh
Trockengrünpellets
Trockenschnitzel
Getreidemischung
Stroh
Trockengrünpellets
Trockenschnitzel
Getreidemischung
Stroh
Trockengrünpellets
Trockenschnitzel
Getreidemischung
Stroh
Trockengrünpellets
Trockenschnitzel
Getreidemischung
FS
TS
%
89,67
90,92
89,53
86,91
92,12
88,35
90,13
94,09
92,46
89,20
89,74
93,98
93,04
88,99
89,25
86,53
93,04
88,53
90,20
91,96
91,39
86,83
90,44
91,26
90,21
87,04
91,04
92,22
91,38
87,33
90,61
91,68
92,43
86,51
89,64
92,45
90,87
89,32
90,11
91,68
91,57
89,05
89,16
91,95
92,37
89,21
TS
%
94,9
95,6
93,5
91,0
95,3
95,5
90,7
96,8
96,9
96,0
89,8
96,2
97,1
94,8
95,0
96,6
97,1
97,1
92,4
94,4
93,9
89,5
94,6
95,2
94,4
92,4
93,8
95,5
94,5
93,7
95,5
95,5
94,5
92,8
95,0
96,0
93,9
91,6
96,0
95,7
93,9
91,6
93,8
96,5
94,9
93,2
120
Gemahlene Probe
Rp
% in TS
5,4
3,7
7,8
12,3
6,6
8,7
4,0
15,5
5,2
4,0
5,0
8,2
5,3
3,6
8,2
11,8
6,4
8,7
3,6
15,2
5,2
3,5
8,3
11,2
6,3
8,7
3,9
14,8
5,4
3,6
8,3
10,8
6,5
8,5
3,6
15,2
5,3
5,1
8,4
13,7
6,6
9,8
4,0
15,8
5,0
5,0
8,8
13,3
6,8
10,0
4,4
15,8
5,5
5,3
8,1
11,7
10,3
10,1
4,9
15,6
5,9
4,7
8,2
11,7
9,8
9,5
3,9
16,9
4,9
3,7
8,3
11,0
9,8
8,8
3,8
16,2
5,5
4,0
8,2
10,9
9,8
8,8
4,6
16,3
5,8
4,7
8,7
11,3
9,6
9,0
4,1
15,5
Ra
Rfa
Rfe
46,3
31,9
18,3
5,6
46,7
33,9
48,6
31,4
17,5
7,7
48,3
31,6
17,8
4,7
49,1
30,0
18,6
4,7
48,5
29,0
18,6
4,9
50,4
29,4
18,1
4,4
46,5
29,7
15,2
4,9
48,7
29,5
15,1
4,8
49,6
30,5
15,2
4,0
47,6
29,6
15,2
4,8
46,5
29,8
15,3
5,3
0,9
2,6
0,9
2,9
1,3
1,7
1,2
2,6
0,7
3,0
0,8
2,6
0,7
2,6
1,1
2,7
0,8
2,6
0,8
2,4
0,5
2,6
1,0
2,3
0,7
2,6
1,0
1,8
0,4
2,6
1,0
2,2
0,7
2,7
1,2
2,2
0,5
2,3
0,9
2,6
0,5
2,4
2,5
2,5
0,6
2,5
Tabellenanhang
Tab. A 4 Nährstoffgehalte der Kotproben
Exp.
I
Periode
1
2
3
4
II
1
2
3
4
III
1
2
3
4
Tier
83
87
93
83
84
87
93
83
84
87
93
83
84
87
93
14
15
20
26
14
15
20
26
14
15
20
26
14
15
20
26
30
36
43
46
30
36
43
46
30
36
43
46
30
36
43
46
Frischsubstanz
Kotmenge
TS
N
g/d
%
% in TS
8427
16,07
2,869
8314
16,38
2,715
7224
15,46
2,992
9687
15,61
2,419
6217
17,41
3,116
8703
18,23
2,381
8836
15,53
2,657
9757
15,30
2,466
6113
17,36
3,023
8893
15,74
2,599
8143
16,01
2,780
10060
15,47
2,427
5626
17,85
2,957
9510
14,87
2,637
8364
15,97
2,833
7650
17,41
2,336
7067
17,42
2,424
6042
16,92
2,567
6254
17,42
2,597
7639
15,83
2,469
5904
17,90
2,555
6279
16,39
2,580
6270
16,66
2,691
5859
16,29
2,648
5779
17,15
2,789
5229
17,87
2,609
5343
18,01
2,457
6810
16,46
2,595
6967
16,83
2,715
6390
18,07
2,530
5869
17,55
2,597
5403
17,51
2,724
4701
19,45
2,890
6419
17,81
2,704
6391
16,74
2,600
5111
19,24
2,762
5079
20,84
2,927
4749
20,18
3,082
6151
17,54
2,884
5626
19,27
2,563
6333
18,90
2,445
4159
22,64
3,119
5947
19,96
2,538
5327
19,55
2,903
4849
20,46
2,764
4156
23,09
2,866
5831
19,17
2,631
121
TS
%
97,1
97,0
97,1
97,1
97,1
96,7
97,0
96,3
96,0
95,8
95,7
95,6
95,4
95,6
95,2
93,9
94,0
92,7
93,4
91,0
90,9
90,4
90,4
90,9
92,4
91,2
91,3
94,9
94,9
94,5
94,5
94,7
94,4
94,0
93,3
94,7
95,2
94,8
94,0
95,8
95,6
95,7
95,6
95,6
95,5
95,8
96,7
Lyophilisierte Probe
Ra
Rp
Rfa
% in TS
8,0
18,1 26,2
9,8
16,2 27,9
9,8
17,9 25,2
8,9
15,6 28,7
11,3 19,2 26,6
10,3 16,2 24,7
10,0 16,3 27,3
9,1
15,1 27,1
13,0 18,5 23,8
9,4
16,1 27,1
9,8
16,6 27,0
8,9
14,7 27,4
13,0 18,0 23,6
8,5
16,2 27,2
11,2 17,2 25,4
18,5 16,6 23,1
13,2 17,1 24,3
9,1
19,0 25,1
13,1 18,2 26,2
9,3
16,2 26,3
10,2 16,9 26,5
11,5 17,1 26,1
9,2
17,8 28,9
11,1 17,1 26,1
11,8 17,3 25,2
12,6 16,9 24,9
15,3 16,1 24,9
10,7 17,1 26,4
12,6 17,1 24,9
12,3 17,9 24,9
14,2 17,2 25,6
12,6 16,7 24,4
12,6 17,8 24,3
12,7 16,7 23,3
13,4 16,3 24,3
13,7 16,8 24,2
13,6 18,1 23,4
14,1 19,7 21,5
14,4 18,1 23,1
12,8 16,6 24,4
11,4 15,2 27,0
14,6 20,8 21,8
12,8 17,4 25,0
13,5 18,3 23,6
12,0 18,0 24,6
14,9 18,7 23,0
12,9 17,5 24,2
Rfe
3,3
3,2
3,6
3,1
3,8
2,9
2,9
3,2
3,4
2,9
3,6
2,3
4,1
2,7
3,7
2,6
2,8
3,2
3,1
3,4
3,3
3,3
3,4
3,2
2,9
2,9
2,4
3,4
3,3
3,6
3,4
3,4
3,1
2,7
2,9
2,9
3,2
3,5
3,0
3,2
2,7
4,0
2,7
3,6
3,5
3,9
2,9
Tabellenanhang
Tab. A 5 Harnausscheidungen in g/Tier*d-1
Exp.
Tier
Arginindosis
Harnmenge
I
83
87
93
83
84
87
93
83
84
87
93
83
84
87
93
14
15
20
26
14
15
20
26
14
15
20
26
14
15
20
26
30
36
43
46
30
36
43
46
30
36
43
46
30
36
43
46
0
18
6
6
18
0
12
12
0
6
18
18
6
12
0
18
12
6
0
0
18
12
6
6
0
18
12
12
6
0
18
0
6
12
18
12
18
6
0
18
12
0
6
6
0
18
0
4184
3855
4460
3118
2700
3673
2954
3188
3154
4214
3254
3688
3476
5357
5408
2408
3631
2160
2368
2714
5784
2533
3320
5072
6032
4100
5511
4741
5039
4534
4470
3065
2813
8848
2245
4074
3515
7478
3619
4635
3158
7786
5290
11897
3517
9306
4050
II
III
Gesamt-N
g/d
20.6
21.0
20.6
14.3
13.5
17.0
13.1
17.3
18.7
17.6
16.2
15.9
20.5
16.9
19.1
14.6
12.0
13.2
16.0
15.7
13.6
13.3
16.2
19.1
28.1
15.3
18.7
20.9
19.9
19.3
19.6
20.2
13.8
21.8
19.1
18.5
15.7
21.3
19.2
16.2
14.9
24.3
23.3
20.0
17.1
21.9
14.8
122
NH3-N
Harnstoff-N
0.5
0.3
0.6
0.7
1.0
1.2
1.4
0.4
0.5
0.6
1.0
0.3
1.0
0.9
0.8
0.5
0.7
0.3
0.5
0.5
0.7
0.4
0.3
0.9
0.8
0.4
0.7
0.5
0.5
0.4
0.4
0.5
0.4
0.5
0.5
0.7
0.5
0.6
1.1
0.5
0.6
0.5
0.5
0.9
0.9
1.0
0.9
6.7
6.5
6.8
4.9
3.0
5.2
3.4
4.2
3.3
4.4
2.5
3.6
5.5
4.1
4.3
3.8
2.0
3.1
4.7
4.4
2.7
2.7
4.3
6.9
13.7
3.5
6.1
6.9
6.0
5.5
5.9
9.1
4.1
8.9
8.2
5.7
3.4
7.9
6.5
5.5
3.7
9.0
6.6
6.6
6.2
7.1
3.6
Kreatinin
mmol/l
11.41
14.28
11.39
16.25
18.51
15.00
14.80
17.66
27.58
14.57
17.66
12.53
22.54
10.04
12.99
19.07
13.13
16.77
13.42
17.40
7.23
14.03
12.25
11.69
11.03
12.46
12.04
12.02
11.72
10.96
11.96
9.32
10.79
2.91
12.92
7.80
10.72
6.30
10.52
5.84
10.49
5.74
10.88
3.33
11.20
5.05
10.20
Tabellenanhang
Tab. A 6 N-Bilanz in g/d
Exp. Periode Tier Arginindosis Futter Arginin N-Aufnahme
83
0
81.12
5.80
86.92
I
1
87
18
81.03
5.79
86.82
93
6
79.51
5.77
85.28
83
6
81.76
5.81
87.57
2
84
18
81.44
5.79
87.23
87
0
81.76
5.80
87.56
93
12
81.76
5.81
87.57
83
12
79.60
5.79
85.39
3
84
0
79.60
5.80
85.40
87
6
79.60
5.79
85.39
93
18
79.60
5.78
85.38
83
18
78.44
5.80
84.24
4
84
6
78.44
5.80
84.24
87
12
78.44
5.79
84.23
93
0
78.44
5.77
84.21
14
18
70.04
5.80
75.84
II
1
15
12
69.24
5.80
75.04
20
6
70.04
5.79
75.83
26
0
70.04
5.80
75.84
14
0
69.63
5.79
75.42
2
15
18
69.63
5.79
75.42
20
12
69.63
5.79
75.42
26
6
69.63
5.79
75.42
14
6
68.19
5.79
73.98
3
(15
0
68.19
5.79
73.98
20
18
68.19
5.79
73.98
26
12
68.19
5.80
73.99
14
12
69.68
5.81
75.49
4
15
6
69.68
5.80
75.48
20
0
69.68
5.81
75.49
26
18
69.68
5.79
75.47
30
0
74.40
5.79
80.19
III
1
36
6
74.13
5.81
79.94
43
12
75.03
5.81
80.84
46
18
74.90
5.82
80.72
30
12
75.24
5.80
81.04
2
36
18
75.24
5.79
81.03
43
6
75.24
5.81
81.05
46
0
75.24
5.79
81.03
30
18
75.53
5.82
81.35
3
36
12
75.53
5.81
81.34
43
0
75.53
5.79
81.32
46
6
75.53
5.80
81.33
30
6
74.94
5.80
80.74
4
36
0
74.94
5.79
80.73
43
18
74.67
5.80
80.47
46
0
74.94
5.78
80.72
Werte in Klammern gingen nicht in die Berechnungen ein.
123
Kot
38.85
36.97
33.42
36.58
33.72
37.78
36.45
36.81
32.08
36.38
36.25
37.76
29.69
37.29
37.85
31.12
29.84
26.24
28.29
29.85
27.00
26.55
28.11
25.27
27.64
24.38
23.64
29.08
31.84
29.21
26.75
25.77
26.42
30.91
27.82
27.16
30.98
29.53
31.11
27.79
29.27
29.37
30.12
30.23
27.42
27.50
29.41
Harn Exkretion Bilanz
20.60
59.45
27.47
20.99
57.96
28.86
20.60
54.02
31.27
14.27
50.85
36.72
13.49
47.21
40.02
17.00
54.78
32.78
13.13
49.59
37.98
17.32
54.13
31.26
18.67
50.75
34.65
17.64
54.02
31.37
16.21
52.46
32.92
15.92
53.69
30.55
20.53
50.22
34.02
16.89
54.17
30.06
19.07
56.92
27.29
14.64
45.76
30.08
11.99
41.83
33.21
13.21
39.45
36.38
16.00
44.29
31.55
15.72
45.57
29.85
13.56
40.56
34.86
13.31
39.86
35.56
16.21
44.33
31.09
19.14
44.40
29.58
28.12
55.77
18.21)
15.33
39.71
34.27
18.70
42.34
31.65
20.95
50.03
25.46
19.91
51.75
23.73
19.30
48.51
26.98
19.61
46.36
29.11
20.19
45.96
34.23
13.80
40.22
39.72
21.79
52.70
28.14
19.12
46.94
33.78
18.52
45.69
35.35
15.70
46.68
34.35
21.25
50.78
30.27
19.21
50.33
30.70
16.19
43.98
37.37
14.94
44.21
37.13
24.31
53.68
27.64
23.33
53.45
27.88
50.18
19.95
30.56
17.09
44.51
36.22
21.85
49.35
31.12
14.83
44.23
36.49
Tabellenanhang
Tab. A 7 Scheinbare Verdaulichkeit der Rohnährstoffe (Experiment I)
OS
Periode Tier Arginin Futter
Rp
Kot
g/d
g/d
g/d
SV
(g/d)
Rfa
Futter Kot
(%)
g/d
g/d
Rfe
SV
Futter
Kot
SV
(g/d) (%)
g/d
g/d
(g/d) (%)
NfE
Futter Kot
g/d
g/d
SV
(g/d) (%)
Futter Kot
g/d
g/d
SV
(g/d) (%)
1
83
0
4060
1246
2814 69.3 507.0 245.1 261.9 51.7 798.3 354.8 443.5 55.6 89.9 44.7 45.2 50.3 2664
601 2063 77.4
1
87
18
4047
1228
2818 69.6 506.4 220.6 285.8 56.4 791.9 380.0 411.9 52.0 89.7 43.6 46.1 51.4 2659
584 2074 78.0
1
93
6
4059
1007
3051 75.2 498.1 199.9 298.1 59.9 761.5 281.5 480.0 63.0 88.1 40.2 47.8 54.3 2711
486 2225 82.1
2
83
6
4178
1378
2801 67.0 511.0 235.9 275.1 53.8 854.3 434.0 420.3 49.2 93.3 46.9 46.4 49.7 2720
661 2059 75.7
2
84
18
4150
960
3190 76.9 509.0 207.8 301.2 59.2 843.5 287.9 555.6 65.9 92.8 41.1 51.7 55.7 2705
423 2282 84.4
2
87
0
4178
1423
2755 65.9 511.0 257.0 254.0 49.7 854.3 391.9 462.4 54.1 93.3 46.0 47.2 50.7 2720
728 1991 73.2
2
93
12
4178
1235
2943 70.4 511.0 223.7 287.3 56.2 854.3 374.6 479.7 56.1 93.3 39.8 53.5 57.3 2720
597 2123 78.1
3
83
12
4173
1357
2816 67.5 497.5 225.4 272.1 54.7 802.0 404.6 397.4 49.6 83.9 47.8 36.1 43.0 2790
679 2111 75.7
3
84
0
4173
923
3250 77.9 497.5 196.3 301.2 60.5 802.0 252.6 549.4 68.5 83.9 36.1 47.8 57.0 2790
438 2352 84.3
3
87
6
4173
1268
2905 69.6 497.5 225.4 272.1 54.7 802.0 379.3 422.6 52.7 83.9 40.6 43.3 51.6 2790
623 2167 77.7
3
93
18
4173
1176
2997 71.8 497.5 216.4 281.1 56.5 802.0 352.0 450.0 56.1 83.9 46.9 36.9 44.0 2790
561 2229 79.9
4
83
18
4099
1418
2681 65.4 490.2 228.8 261.5 53.3 778.1 426.4 351.6 45.2 85.1 35.8 49.3 57.9 2746
727 2019 73.5
4
84
6
4099
874
3225 78.7 490.2 180.8 309.5 63.1 778.1 237.0 541.1 69.5 85.1 41.2 43.9 51.6 2746
415 2331 84.9
4
87
12
4099
1294
2805 68.4 490.2 229.1 261.1 53.3 778.1 384.7 393.4 50.6 85.1 38.2 46.9 55.1 2746
642 2104 76.6
4
93
0
4099
1186
2913 71.1 490.2 229.8 260.5 53.1 778.1 339.3 438.8 56.4 85.1 49.4 35.7 41.9 2746
568 2178 79.3
124
Tabellenanhang
Tab. A 8 Scheinbare Verdaulichkeit der Rohnährstoffe (Experiment II)
OS
Rp
Periode Tier Arginin Futter Kot
SV
g/d
(g/d) (%)
g/d
g/d
Rfa
Futter Kot
g/d
g/d
Rfe
SV
Futter
Kot
SV
(g/d) (%)
g/d
g/d
(g/d) (%)
NfE
Futter Kot
g/d
g/d
SV
(g/d) (%)
Futter Kot
g/d
g/d
SV
(g/d) (%)
1
14
18
3270 1085 2185 66.8 437.8 221.1 216.7 49.5 625.9 307.7 318.3 50.8 62.3
34.6 27.7 44.5 2144
522 1622 75.6
1
15
12
3270 1069 2201 67.3 437.8 210.5 227.3 51.9 625.9 299.2 326.8 52.2 62.3
34.5 27.9 44.7 2144
524 1620 75.5
1
20
6
3177
929 2248 70.8 432.8 194.2 238.6 55.1 578.4 256.6 321.9 55.6 61.6
32.7 28.8 46.9 2105
446 1659 78.8
1
26
0
3270
947 2323 71.0 437.8 198.3 239.5 54.7 625.9 285.5 340.5 54.4 62.3
33.8 28.6 45.8 2144
429 1715 80.0
2
14
0
3249 1097 2152 66.2 435.2 195.9 239.3 55.0 620.4 318.0 302.4 48.7 64.2
41.1 23.0 35.9 2129
542 1587 74.6
2
15
18
3249
949 2300 70.8 435.2 178.6 256.6 59.0 620.4 280.1 340.3 54.9 64.2
34.9 29.3 45.6 2129
456 1673 78.6
2
20
12
3249
911 2338 72.0 435.2 176.0 259.2 59.6 620.4 268.6 351.8 56.7 64.2
34.0 30.2 47.1 2129
432 1697 79.7
2
26
6
3249
949 2300 70.8 435.2 185.9 249.3 57.3 620.4 301.9 318.5 51.3 64.2
35.5 28.6 44.6 2129
425 1704 80.0
3
14
6
3236
848 2387 73.8 426.2 163.2 263.0 61.7 593.8 249.1 344.8 58.1 58.2
30.5 27.7 47.5 2158
406 1752 81.2
3
15
0
3236
874 2362 73.0 426.2 171.5 254.7 59.8 593.8 249.7 344.1 57.9 58.2
28.7 29.5 50.6 2158
424 1734 80.3
3
20
18
3236
817 2419 74.8 426.2 157.9 268.3 62.9 593.8 232.7 361.2 60.8 58.2
27.1 31.1 53.4 2158
399 1759 81.5
3
26
12
3236
815 2421 74.8 426.2 154.9 271.2 63.6 593.8 239.6 354.2 59.7 58.2
23.1 35.1 60.3 2158
397 1760 81.6
4
14
12
3244 1001 2243 69.1 435.5 191.7 243.8 56.0 597.0 295.9 301.0 50.4 64.9
38.1 26.8 41.3 2147
475 1672 77.9
4
15
6
3244 1025 2220 68.4 435.5 200.5 235.0 54.0 597.0 292.0 305.0 51.1 64.9
38.7 26.2 40.4 2147
494 1653 77.0
4
20
0
3244 1013 2232 68.8 435.5 206.7 228.8 52.5 597.0 287.5 309.4 51.8 64.9
41.6 23.4 36.0 2147
477 1670 77.8
4
26
18
3244
35.0 29.9 46.1 2147
408 1739 81.0
884 2361 72.8 435.5 177.2 258.3 59.3 597.0 263.7 333.3 55.8 64.9
125
Tabellenanhang
Tab. A 9 Scheinbare Verdaulichkeit der Rohnährstoffe (Experiment III)
OS
Rp
Periode Tier Arginin Futter Kot
g/d
g/d
g/d
SV
(g/d) (%)
Rfa
Futter Kot
g/d
g/d
SV
(g/d) (%)
Rfe
Futter
Kot
SV
g/d
g/d
(g/d) (%)
NfE
Futter Kot
g/d
g/d
SV
(g/d) (%)
Futter Kot
g/d
g/d
SV
(g/d) (%)
1
30
0
3591
827 2764 77.0 465.0 158.0 307.0 66.0 617.7 230.8 386.9 62.6 65.1 32.2 32.9 50.6 2443 406 2037 83.4
1
36
6
3547
799 2748 77.5 463.3 162.7 300.6 64.9 595.0 222.2 372.8 62.7 64.6 28.3 36.2 56.1 2424 386 2038 84.1
1
43
12
3691
998 2693 73.0 468.9 190.9 278.0 59.3 670.3 266.4 403.9 60.3 66.4 30.9 35.5 53.5 2486 510 1976 79.5
1
46
18
3670
926 2744 74.8 468.1 174.4 293.7 62.7 659.3 260.0 399.3 60.6 66.1 31.0 35.1 53.1 2477 461 2016 81.4
2
30
12
3675
849 2826 76.9 470.3 165.2 305.1 64.9 668.7 238.0 430.7 64.4 69.8 28.5 41.3 59.1 2466 417 2049 83.1
2
36
18
3675
914 2761 75.1 470.3 191.6 278.7 59.3 668.7 247.7 421.0 63.0 69.8 33.9 35.9 51.5 2466 441 2025 82.1
2
43
6
3675
823 2852 77.6 470.3 188.8 281.5 59.9 668.7 206.0 462.6 69.2 69.8 33.5 36.2 51.9 2466 395 2071 84.0
2
46
0
3675
923 2752 74.9 470.3 195.3 275.0 58.5 668.7 249.2 419.4 62.7 69.8 32.4 37.4 53.6 2466 447 2020 81.9
3
30
18
3717
945 2772 74.6 472.1 180.0 292.1 61.9 690.1 264.5 425.6 61.7 70.2 34.7 35.5 50.6 2485 466 2019 81.2
3
36
12
3717 1060 2657 71.5 472.1 181.9 290.1 61.5 690.1 323.2 366.9 53.2 70.2 32.3 37.9 54.0 2485 523 1962 79.0
3
43
0
3717
3
46
6
3717 1035 2682 72.2 472.1 206.5 265.5 56.2 690.1 296.8 393.4 57.0 70.2 32.0 38.1 54.3 2485 500 1985 79.9
4
30
6
3732
901 2831 75.9 468.4 190.6 277.8 59.3 696.3 245.8 450.5 64.7 79.4 37.5 41.9 52.8 2488 427 2061 82.8
4
36
0
3732
873 2859 76.6 468.4 178.6 289.8 61.9 696.3 244.0 452.3 65.0 79.4 34.7 44.7 56.3 2488 416 2072 83.3
4
43
18
3698
817 2881 77.9 466.7 179.4 287.3 61.6 679.5 220.7 458.8 67.5 78.5 37.4 41.1 52.4 2473 379 2094 84.7
4
46
0
3732
974 2758 73.9 468.4 195.6 272.8 58.2 696.3 270.5 425.8 61.2 79.4 32.4 47.0 59.2 2488 475 2012 80.9
804 2913 78.4 472.1 195.8 276.2 58.5 690.1 205.2 484.9 70.3 70.2 37.7 32.5 46.3 2485 365 2120 85.3
126
Tabellenanhang
Tab. A 10
Aminosäuregehalte in Futtermitteln und Kot (g AS/16 g N)
Exp. Sammelprobe
I
II
III
ASP
THR
SER
GLU
GLY
ALA
VAL
ILE
LEU
TYR
PHE
HIS
LYS
ARG
PRO
CYS METH
Trockenschnitzel
7.64
4.63
4.86 11.43 4.35
5.57
5.37
3.75
6.29
3.09
3.78
2.92
3.89
2.79
4.38
1.23
1.32
Getreidemischung
6.57
3.33
4.54 25.45 3.85
3.14
4.07
3.62
6.93
2.15
4.97
2.28
3.66
4.80
9.19
2.17
1.34
Trockengrünpellets
9.27
4.09
4.07
9.68
4.34
6.72
4.74
3.82
6.77
2.03
4.48
1.75
3.83
3.79
6.23
0.95
1.25
Stroh
6.50
3.48
3.51
9.19
3.73
5.54
3.50
2.41
4.90
1.41
2.86
1.16
3.32
2.59
4.26
1.49
0.95
Kot (Dosis 0 g)
7.55
4.11
3.43
9.43
4.02
5.40
4.17
2.91
4.62
1.87
2.65
1.50
4.45
2.39
3.00
1.63
1.45
Kot (Dosis 6 g)
7.45
4.08
3.40
8.96
3.98
5.24
4.29
2.78
4.44
1.77
2.38
1.49
4.44
2.35
3.01
1.61
1.41
Kot (Dosis 12 g)
7.18
4.07
3.40
9.77
3.95
5.51
4.30
2.87
4.66
1.88
2.73
1.48
4.30
2.30
2.94
1.61
1.34
Kot (Dosis 18 g)
7.46
4.12
3.39
9.22
4.04
5.72
4.30
2.99
4.73
1.98
2.93
1.47
4.44
2.34
3.01
1.60
1.41
Trockenschnitzel
6.42
3.70
3.99 11.48 3.60
4.64
4.40
3.17
5.17
2.70
3.03
2.39
3.67
2.52
3.53
1.08
1.07
Getreidemischung
6.23
3.22
4.33 25.04 3.80
3.05
4.26
3.52
6.73
2.22
4.87
2.21
3.56
4.74
9.12
1.95
1.27
Trockengrünpellets
7.66
3.62
3.56
8.52
3.95
6.09
4.32
3.47
6.17
1.66
3.99
1.55
3.40
3.35
5.28
0.87
1.13
Stroh
4.51
2.52
2.51
5.95
2.70
3.91
2.36
1.69
3.47
0.98
1.97
0.83
2.37
1.59
2.80
1.11
0.68
Kot (Dosis 0 g)
7.73
4.27
3.62 10.07 4.40
6.50
4.90
3.81
5.70
2.27
3.70
1.52
4.64
2.82
3.38
1.66
1.46
Kot (Dosis 6 g)
7.77
4.35
3.64 10.20 4.33
4.99
4.90
3.85
5.72
2.45
3.73
1.54
4.75
2.96
3.43
1.60
1.40
Kot (Dosis 12 g)
7.77
4.39
3.69 10.41 4.38
6.48
4.88
3.79
5.69
2.22
3.72
1.50
4.37
2.87
3.35
1.69
1.38
Kot (Dosis 18 g)
7.36
4.20
3.58 10.36 4.12
6.26
4.75
3.69
5.56
2.31
3.65
1.47
4.31
2.76
3.21
1.55
1.41
Getreidemischung
6.14
3.12
4.47 24.44 3.78
2.72
4.01
3.42
6.71
2.42
4.80
2.23
3.45
4.78
9.26
1.89
1.33
Kot (Dosis 0 g)
7.18
3.88
3.42
9.48
4.12
4.64
4.39
3.45
5.22
2.17
3.42
1.41
4.16
2.78
3.07
1.40
1.40
Kot (Dosis 6 g)
7.39
3.93
3.49
9.62
4.14
4.52
4.50
3.48
5.28
2.17
3.44
1.44
4.26
2.86
3.16
1.52
1.33
Kot (Dosis 12 g)
7.17
3.88
3.41
9.65
4.14
4.44
4.60
3.37
5.19
2.25
3.42
1.44
4.12
2.86
3.18
1.50
1.29
Kot (Dosis 18 g)
7.32
3.98
3.52
9.77
4.18
4.30
4.53
3.52
5.44
2.33
3.54
1.47
4.37
3.01
3.24
1.49
1.28
127
Tabellenanhang
Tab. A 11
Harnstoff und
15
N-Harnstoff im Harn nach i.v. Verabfolgung von
15
N2-
Harnstoff am Tag 2 der Sammelperiode (Exp.I)
Tier Tag Arg.dosis Harn
83
87
93
83
84
87
93
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
0
18
6
6
18
0
12
HS
g/d
4248 15.80
4408 13.95
4248 16.57
4728 14.68
3828 14.64
3478 12.57
4348 14.02
3740 12.96
3767 10.50
4330 13.96
4310 14.00
3660 14.52
3570 12.48
3610 12.94
3197 11.32
3910 13.78
4837 17.49
5107 18.46
5207 15.54
4207 12.24
4757 11.65
3358 11.03
2888 11.13
2938 11.02
2948 9.86
3438 12.12
3158 9.90
3098 9.20
3215 6.92
2595 7.05
2285 6.38
2835 7.14
2645 4.94
(2485) (5.44)
2625 6.18
3610 11.75
2920 10.21
3650 11.06
3550 10.49
3840 12.04
3990 11.37
4150 9.31
2987 5.78
2867 7.48
2787 8.32
2757 6.91
3207 8.71
3387 8.03
2687 6.21
HS-N
7.37
6.51
7.73
6.85
6.83
5.87
6.54
6.05
4.90
6.51
6.53
6.77
5.82
6.04
5.28
6.43
8.16
8.61
7.25
5.71
5.43
5.15
5.19
5.14
4.60
5.65
4.62
4.29
3.23
3.29
2.97
3.33
2.30
(2.54)
2.88
5.48
4.76
5.16
4.89
5.62
5.30
4.34
2.70
3.49
3.88
3.22
4.06
3.74
2.90
15
Nexc
15
15
N-Dosis
N
Irr. loss Abbau MDT
mg
% der Dosis
g/d
44.73
12.79
0.53
0.23
0.13
0.16
28.59
1.18
0.51
0.29
0.35
22.04
15.23
23.05
0.86
0.73
0.02
-0.05
24.74
18.65
25.87
0.95
0.39
0.26
0.20
24.20
17.51
19.55
0.85
0.32
0.17
0.12
0.05
23.49
18.54
6.90
0.60
0.25
0.17
(0.02)
0.00
32.52
29.95
16.99
1.19
0.43
0.23
0.22
0.11
26.49
21.41
14.12
0.81
0.24
0.18
0.07
0.09
22.09
18.66
45.29
10.44
0.39
0.33
0.01
-0.02
47.58
12.31
0.45
0.18
0.12
0.10
49.00
9.58
0.42
0.16
0.08
0.06
0.02
45.18
3.12
0.27
0.11
0.08
(0.01)
0.00
47.06
8.00
0.56
0.20
0.11
0.10
0.05
47.82
6.75
0.39
0.12
0.09
0.04
0.04
128
Tabellenanhang
Fortsetzung Tab. A 11
Tier Tag Arg.dosis Harn
83
84
87
93
83
84
87
93
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
12
0
6
18
18
6
12
0
HS
g/d
3208 7.65
2838 8.77
3198 9.50
3758 9.98
3128 8.63
2778 8.50
3408 11.25
3075 3.23
3465 5.46
3565 7.27
3265 7.25
3035 8.65
2605 7.93
3065 8.64
4040 8.00
3600 8.37
5160 9.68
5260 9.78
4380 10.18
3520 9.08
3540 9.45
3677 7.17
2987 5.06
3097 6.88
3837 7.37
3537 5.52
2547 4.93
3097 5.53
3488 5.02
3838 8.52
3518 7.18
3518 8.65
3588 9.42
3858 7.70
4008 7.94
3375 11.95
3405 11.49
3895 11.98
3475 13.40
3115 11.45
3995 15.28
3075 10.93
4280 7.32
5960 10.10
7270 9.49
4420 6.63
3720 6.81
7710 7.98
4140 6.33
4447 8.34
5507 10.99
7267 8.83
5327 8.47
4417 8.35
5407 9.08
5487 9.79
HS-N
3.57
4.09
4.43
4.65
4.03
3.97
5.25
1.51
2.55
3.39
3.38
4.04
3.70
4.03
3.73
3.90
4.51
4.56
4.75
4.24
4.41
3.34
2.36
3.21
3.44
2.57
2.30
2.58
2.34
3.97
3.35
4.04
4.39
3.59
3.70
5.57
5.36
5.59
6.25
5.34
7.13
5.10
3.41
4.71
4.43
3.09
3.18
3.72
2.95
3.89
5.13
4.12
3.95
3.89
4.24
4.57
15
Nexc
8.29
0.52
0.22
0.14
0.05
0.08
3.58
0.36
0.12
0.07
0.03
0.02
7.86
0.44
0.19
0.11
0.05
0.07
4.17
0.31
0.17
0.07
0.04
0.02
9.74
0.48
0.19
0.06
0.05
0.02
7.03
0.57
0.24
0.13
0.13
0.08
8.63
0.50
0.10
0.07
0.07
0.05
8.24
0.40
0.18
0.12
0.06
0.04
129
15
15
Irr. loss Abbau MDT
N-Dosis
N
mg
% der Dosis
g/d
43.69
18.97
1.18
0.50
0.32
0.11
0.18
20.15
15.87
43.49
8.24
0.83
0.28
0.16
0.06
0.05
30.33
33.56
44.84
17.53
0.99
0.43
0.23
0.12
22.11
17.80
0.16
45.79
9.10
0.68
0.37
0.15
0.08
0.04
27.13
24.30
45.33
21.48
1.07
0.41
0.13
0.10
0.04
15.62
12.00
45.78
15.35
1.25
0.52
0.29
0.27
0.17
32.28
26.52
44.29
19.48
1.13
0.22
0.16
0.16
0.10
17.15
13.50
46.38
17.77
0.86
0.38
0.27
0.12
0.09
21.84
17.59
Tabellenanhang
Tab. A 12
Harnstoff und
15
N-Harnstoff im Harn nach i.v. Verabfolgung von
15
N2-
Harnstoff am Tag 1 der Sammelperiode (Exp.II)
Tier Tag Arg.dosis Harn
14
15
20
26
14
15
20
26
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
18
12
6
0
0
18
12
6
HS
g/d
2658 6.86
2878 8.25
1688 7.72
2768 8.80
2818 9.43
1838 9.24
2208 8.40
3685 3.15
3065 3.31
3005 3.97
4245 4.71
2815 4.22
4025 4.83
4575 5.01
1820 7.37
2590 7.54
2210 8.25
2540 8.42
1880 6.63
1840 6.51
2240 5.95
1967 10.09
2627 10.88
1897 9.28
2537 11.15
3007 11.01
2287 10.81
2257 9.17
2238 7.55
2908 9.42
2468 9.40
2118 9.85
2718 12.48
2598 10.02
3948 12.20
3995 4.25
4535 4.56
5345 6.17
5485 5.76
7875 7.09
6635 7.27
6615 7.24
2230 5.29
2790 5.78
2420 6.06
2520 6.69
2830 7.13
2130 5.46
2810 6.15
2357 6.82
3107 8.48
2447 8.99
2267 9.96
HS-N
3.20
3.85
3.60
4.11
4.40
4.31
3.92
1.47
1.54
1.85
2.20
1.97
2.25
2.34
3.44
3.52
3.85
3.93
3.09
3.04
2.77
4.71
5.07
4.33
5.20
5.13
5.04
4.28
3.52
4.40
4.39
4.59
5.82
4.67
5.69
1.98
2.13
2.88
2.69
3.31
3.39
3.38
2.47
2.69
2.83
3.12
3.33
2.55
2.87
3.18
3.96
4.20
4.65
15
Nexc
10.40
0.58
0.21
0.16
0.09
0.11
2.77
0.22
0.13
0.07
0.06
0.03
7.59
0.55
0.23
0.10
0.08
0.05
8.72
0.51
0.22
0.15
0.09
0.07
10.89
0.59
0.16
0.45
0.09
0.05
5.74
0.88
0.13
0.12
0.09
0.06
5.71
0.44
0.25
0.17
0.12
0.05
6.67
0.60
0.22
130
15
15
N-Dosis
N
Irr. loss Abbau MDT
mg
% der Dosis
g/d
48.29
21.53
1.20
0.43
0.32
0.19
0.23
16.39
12.47
47.86
5.79
0.47
0.27
0.14
0.13
0.07
28.33
26.38
49.03
15.49
1.13
0.46
0.20
0.17
0.11
15.86
19.24
49.61
17.57
1.04
0.43
0.29
0.19
0.14
24.52
19.70
50.87
21.41
1.15
0.32
0.89
0.17
0.10
19.65
14.92
51.32
11.18
1.72
0.25
0.24
0.17
0.11
20.65
17.82
52.63
10.85
0.83
0.48
0.31
0.22
0.09
22.20
19.37
51.78
12.88
1.17
0.42
Tabellenanhang
Fortsetzung Tab. A 12
Tier Tag Arg.dosis Harn
26
14
15
20
26
14
15
20
26
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
6
6
0
18
12
12
6
0
18
HS
g/d
4747 12.60
4177 12.53
4137 13.34
4918 17.56
4798 18.86
5048 19.38
5298 17.01
4608 15.76
5998 17.36
4838 13.28
4355 23.97
3715 31.04
5235 33.92
7915 33.36
7225 28.83
9085 30.80
4695 24.65
3370 5.51
3470 6.40
3840 8.01
5050 8.26
4190 7.54
5280 10.69
3500 8.98
3607 10.77
4217 12.52
4527 11.54
6167 12.40
6207 13.03
10177 18.47
3677 16.05
4698 16.49
4578 15.52
3668 14.86
5418 16.01
4858 14.72
4578 14.01
5388 15.52
5665 12.49
4805 15.06
3795 14.17
6345 14.56
3965 11.12
4205 11.35
6495 13.25
7340 11.12
4200 10.90
4180 14.04
3840 14.40
4050 11.24
3920 10.64
4210 12.44
3807 14.68
4637 15.58
3557 13.18
5397 13.03
4277 13.02
3967 11.31
HS-N
5.88
5.85
6.22
8.19
8.80
9.04
7.93
7.35
8.10
6.20
11.18
14.48
15.82
15.56
13.45
14.37
11.50
2.57
2.99
3.73
3.85
3.52
4.99
4.19
5.02
5.84
5.39
5.78
6.08
8.62
7.49
7.69
7.24
6.93
7.47
6.87
6.54
7.24
5.83
7.03
6.61
6.79
5.19
5.30
6.18
5.19
5.08
6.55
6.72
5.24
4.96
5.80
6.85
7.27
6.15
6.08
6.08
5.27
15
Nexc
0.35
0.10
0.09
22.17
1.37
0.47
0.18
0.21
0.07
19.42
1.30
0.61
0.32
0.30
0.18
4.92
0.66
0.34
0.17
0.14
0.10
9.67
0.88
0.47
0.23
0.17
0.08
17.97
0.87
0.50
0.14
0.08
0.08
15.80
0.78
0.35
0.16
0.09
0.08
8.24
1.09
0.32
0.13
0.08
0.07
12.75
1.06
0.49
0.23
0.10
131
15
15
N-Dosis
N
Irr. loss Abbau MDT
mg
% der Dosis
g/d
0.67
0.20
0.17
31.26
26.42
52.55
42.19
2.61
0.89
0.34
0.40
0.13
17.06
9.12
51.71
37.55
2.51
1.18
0.62
0.57
0.35
32.18
18.41
52.87
9.30
1.25
0.64
0.33
0.26
0.18
30.84
27.15
52.08
18.57
1.70
0.91
0.44
0.32
0.15
28.61
22.29
52.77
34.06
1.66
0.94
0.26
0.15
0.16
19.18
12.04
52.57
30.05
1.49
0.66
0.31
0.17
0.15
18.68
12.55
50.88
16.19
2.13
0.63
0.26
0.15
0.15
28.95
23.30
51.78
24.63
2.04
0.95
0.45
0.19
Tabellenanhang
Exkretion von 15N im Harn nach i.v. Verabfolgung von 15N-Arginin (Exp.III)
Tab. A 13
Periode
1
Tier Tag
30
36
43
46
2
30
36
43
46
3
30
36
43
1
2
3
4
5
1
2
3
4
5
1
2
3
4
5
1
2
3
4
5
1
2
3
4
5
1
2
3
4
5
1
2
3
4
5
1
2
3
4
5
1
2
3
4
5
1
2
3
4
5
1
2
3
4
5
Arginindosis
Harn
g/d
0
4021
2519
2243
2997
3545
6
2695
2663
2247
2731
3729
12
14994
7421
5921
8061
7841
18
2215
1971
1799
2183
3055
12
3515
3395
3457
5441
4561
18
3439
3507
3499
3623
3507
6
6714
6234
8714
8374
7354
0
2693
3301
3915
4879
3305
18
3969
4441
4921
5121
4721
12
3111
3007
3503
3061
3109
0
8094
6794
9214
7374
7454
N
15Nexc
11.19
7.39
9.14
16.98
14.62
9.91
10.19
11.39
11.13
11.86
20.12
19.91
18.83
17.62
16.75
15.30
17.83
15.02
15.40
13.97
14.29
14.49
13.17
17.15
16.23
11.19
11.59
10.85
13.26
13.01
17.06
16.16
17.71
19.58
19.06
14.10
16.44
14.92
16.86
14.11
11.82
12.63
12.47
12.30
12.50
9.60
10.62
12.55
10.82
14.71
20.98
19.61
20.66
18.72
20.41
2.08
0.23
0.25
0.36
0.16
1.64
0.34
0.17
0.12
0.10
4.09
0.67
0.31
0.19
0.15
3.19
0.81
0.45
0.32
0.21
2.54
0.55
0.30
0.20
0.14
2.12
0.45
0.22
0.20
0.16
2.88
0.55
0.36
0.30
0.28
2.45
0.56
0.32
0.25
0.20
2.22
0.67
0.33
0.19
0.16
1.46
0.37
0.32
0.23
0.13
3.46
0.54
0.32
0.17
0.16
132
Dosis 15N-Arg.
mg
53.22
53.39
54.34
53.62
54.14
54.47
54.06
54.46
54.45
54.75
54.15
15N
% der Dosis
3.91
0.43
0.47
0.67
0.31
3.07
0.63
0.33
0.22
0.18
7.53
1.24
0.57
0.35
0.28
5.96
1.51
0.83
0.60
0.39
4.70
1.01
0.55
0.37
0.26
3.90
0.82
0.41
0.36
0.29
5.33
1.01
0.66
0.55
0.52
4.50
1.02
0.59
0.46
0.37
4.07
1.22
0.60
0.35
0.30
2.66
0.67
0.59
0.41
0.23
6.39
1.00
0.60
0.32
0.29
Tabellenanhang
Fortsetzung Tab. A 13
Periode Tier Tag Arginindosis
Harn
g/d
3
46
1
6
3587
2
3891
3
3305
4
3647
5
3415
4
30
1
6
12001
2
13201
3
11381
4
10341
5
12561
36
1
0
3655
2
3837
3
3643
4
3271
5
3181
43
1
18
8454
2
7274
3
11214
4
8914
5
10674
46
1
0
3247
2
3813
3
6519
4
3289
5
3381
Tab. A 14
2
3
4
30
36
43
46
30
36
43
46
30
36
43
46
30
36
43
46
15Nexc
10.90
11.06
11.02
11.80
13.39
18.95
16.81
15.08
16.33
16.64
14.15
14.47
13.92
14.67
14.59
19.38
16.68
17.71
13.62
17.40
11.25
10.10
12.29
11.23
12.40
1.88
0.39
0.30
0.27
0.18
2.50
0.26
0.09
0.01
-0.06
1.98
0.43
0.27
0.25
0.25
3.17
0.49
0.19
0.07
0.06
1.77
0.19
0.05
0.09
0.12
Dosis 15N-Arg.
mg
54.53
54.36
54.68
54.41
54.64
15N
% der Dosis
3.44
0.72
0.55
0.50
0.34
4.59
0.49
0.17
0.01
-0.11
3.62
0.78
0.50
0.46
0.46
5.82
0.90
0.35
0.13
0.12
3.24
0.35
0.09
0.17
0.23
Exkretion von 13C im Harn nach i.v. Verabfolgung von 13C-Harnstoff (Exp.III)
Periode Tier Arginindosis Harn
1
N
0
6
12
18
12
18
6
0
18
12
0
6
6
0
18
0
4021
2695
14994
2215
3515
3439
6714
2693
3969
3111
8094
3567
12001
3655
8454
3247
HS HS-C
g/d
24.55 4.91
8.39 1.68
36.32 7.26
16.94 3.39
12.57 2.51
7.27 1.45
14.40 2.88
13.61 2.72
7.50 1.50
4.48 0.90
22.46 4.49
7.36 1.47
10.80 2.16
10.72 2.14
14.20 2.84
5.45 1.09
C
34.79
19.26
33.84
28.12
27.48
21.78
27.91
22.39
25.88
21.21
33.59
22.97
33.24
28.69
39.03
25.19
133
13
C exc
mg/d
44.43
15.60
30.22
20.63
14.76
13.41
19.61
17.69
11.54
12.18
30.97
18.00
17.20
17.94
24.34
14.81
13
13
C Dosis
C
Irr. loss
mg
% der Dosis
g/d
105.65
42.05
11.67
105.54
14.78
11.35
106.27
28.44
25.54
105.39
19.57
17.31
107.88
13.68
18.38
107.28
12.50
11.64
106.50
18.41
15.64
107.23
16.50
16.50
109.34
10.56
14.21
107.08
11.38
7.88
107.62
28.77
15.61
107.13
16.81
8.75
106.18
16.20
13.33
107.56
16.68
12.85
107.34
22.68
12.52
108.07
13.70
7.96
Tabellenanhang
Tab. A 15
Exp.
I
Blutparameter
Tier Arg-Dosis Probenahme
g/d
Uhrzeit
83
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
87
18
7.00
18
8.00
18
10.00
18
13.00
7.00
93
6
6
8.00
6
10.00
6
13.00
83
6
7.00
6
8.00
10.00
6
6
13.00
84
18
7.00
18
8.00
18
10.00
18
13.00
87
0
7.00
8.00
0
0
10.00
0
13.00
7.00
93
12
12
8.00
12
10.00
12
13.00
83
12
7.00
12
8.00
12
10.00
12
13.00
84
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
87
6
7.00
6
8.00
6
10.00
6
13.00
93
18
7.00
18
8.00
18
10.00
18
13.00
Harnstoff
mmol/l
1.30
1.25
1.20
1.15
1.30
1.40
1.15
1.10
1.10
1.20
1.20
1.10
0.90
1.40
1.10
1.05
1.03
1.15
1.05
1.50
1.05
1.20
1.05
1.15
1.30
1.05
1.20
0.83
1.60
1.25
1.25
1.10
1.30
1.30
1.35
1.15
1.20
1.20
1.20
1.15
1.30
1.00
1.10
1.15
134
Glucose
mmol/l
3.88
3.94
3.94
4.05
4.16
3.77
4.05
4.22
3.55
3.61
3.77
4.16
3.88
3.50
3.94
4.00
4.50
3.88
3.88
4.11
4.16
3.72
4.22
4.38
4.05
4.11
4.22
4.22
4.22
3.88
4.44
4.55
Insulin
µU/ml
6.10
5.40
6.50
13.40
7.20
26.70
13.60
13.80
11.30
20.00
32.80
14.90
7.30
8.30
5.50
17.30
14.30
34.10
25.80
30.50
8.80
8.00
8.60
12.00
11.80
26.20
22.80
28.90
17.00
18.10
9.90
22.60
16.50
(60.00)
32.00
18.20
8.90
7.00
13.20
11.60
9.50
21.10
25.80
34.90
Kreatinin
µmol/l
86.20
89.70
72.30
93.70
99.00
99.10
95.70
93.00
104.10
102.70
98.90
75.30
102.10
98.50
102.10
68.30
118.20
110.30
114.00
83.20
106.10
100.10
98.80
70.60
110.80
108.20
103.20
105.50
129.40
79.20
80.80
95.80
119.50
123.90
127.10
89.20
105.00
107.20
106.90
103.40
113.30
114.40
112.90
110.60
IGF-1 bGH
ng/ml ng/ml
324.15 83.18
349.73 15.16
365.17 0.00
364.27 13.55
324.86 86.65
355.35 4.47
370.27 0.53
260.84 36.09
370.54 2.29
373.73
.
364.61 20.15
302.87 2.37
484.42 1.58
480.27 0.00
450.32 87.46
480.87 8.13
722.28 24.82
698.71 6.98
521.13 32.95
561.20 9.06
382.94 2.87
400.00 0.00
361.83 33.08
355.81 6.96
507.71 1.53
404.38 0.58
479.07 29.30
475.74 0.87
517.87 73.14
412.52 23.26
519.37 7.36
412.16 101.80
611.77 97.31
729.97 16.51
641.11 10.90
500.43 19.03
337.26 2.00
475.07 0.00
477.34 32.99
378.43 2.15
394.76 1.27
677.67 0.00
764.60 29.25
680.56 1.89
Tabellenanhang
Fortsetzung Tab. A 15
Exp.
Tier Arg-Dosis Probenahme
g/d
Uhrzeit
83
18
7.00
I
18
8.00
18
10.00
18
13.00
84
6
7.00
6
8.00
6
10.00
6
13.00
87
12
7.00
12
8.00
12
10.00
12
13.00
93
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
14
18
7.00
II
18
8.00
18
10.00
18
13.00
15
12
7.00
12
8.00
12
10.00
12
13.00
20
6
7.00
6
8.00
6
10.00
6
13.00
26
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
14
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
15
18
7.00
18
8.00
18
10.00
18
13.00
20
12
7.00
12
8.00
12
10.00
12
13.00
26
6
7.00
6
8.00
6
10.00
6
13.00
Harnstoff
mmol/l
1.35
1.25
1.15
1.15
1.50
1.70
1.70
1.40
1.05
1.15
1.10
0.95
1.10
1.00
1.15
1.05
1.70
1.70
1.70
1.55
1.45
1.50
1.35
1.25
1.40
1.45
1.45
1.35
1.85
1.90
1.60
1.55
1.70
1.80
1.55
1.50
1.20
1.30
1.25
1.15
1.50
1.75
1.60
1.55
2.05
2.00
2.00
1.85
135
Glucose
mmol/l
4.66
3.88
3.88
4.16
4.50
3.77
4.22
4.55
4.00
3.88
4.11
4.38
4.11
4.22
4.05
4.02
3.75
3.88
4.25
4.08
4.27
4.02
4.36
3.16
3.16
3.36
3.80
3.72
3.72
3.83
4.05
3.85
3.88
4.05
4.11
3.39
3.41
4.63
4.72
3.80
3.55
3.69
3.70
3.47
3.46
3.69
3.77
Insulin
µU/ml
8.80
9.40
9.30
5.70
20.60
31.00
18.10
23.50
4.40
8.60
5.30
9.40
5.50
15.30
9.30
6.70
5.40
11.50
10.90
8.80
8.60
8.70
11.40
9.40
3.40
10.60
11.10
11.80
6.90
9.60
10.40
13.00
10.00
7.50
9.10
13.30
8.90
9.40
11.40
8.90
16.00
13.80
14.40
23.00
6.10
8.30
8.50
10.20
Kreatinin
µmol/l
105.90
106.40
111.10
110.20
118.50
125.10
125.50
80.30
114.90
116.30
118.30
122.10
120.40
116.30
117.60
111.00
117.30
115.40
121.20
116.40
111.90
116.40
110.70
107.00
102.90
97.30
105.20
100.70
94.80
95.90
95.10
96.70
109.80
110.60
106.60
102.70
112.10
104.70
108.20
106.90
100.20
109.80
99.70
95.70
125.00
121.20
119.20
112.80
IGF-1 bGH
ng/ml ng/ml
495.08 91.65
645.40 18.45
616.85 18.39
519.82 38.87
871.67 3.37
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640.38 38.45
715.95 10.12
495.65 4.68
393.49 0.24
582.89 39.04
577.68 4.58
636.30 8.02
490.45 0.58
620.30 41.86
519.03 6.67
128.96 1.82
134.00 1.98
209.52 47.61
173.36 3.11
150.70 11.19
95.00
6.79
157.82 4.59
243.16 12.50
112.48 26.59
133.58 7.80
124.22 16.08
378.77 45.75
191.73 1.09
231.24 0.00
86.53
8.22
42.86
3.06
129.20 11.23
220.44 5.31
388.92 25.59
261.50 8.07
540.53 15.21
247.35 2.25
221.87 20.41
110.13 7.42
263.49 11.49
220.13 11.17
414.62 5.54
245.17 118.87
141.60 10.76
83.66
1.07
61.56 44.32
59.49
6.09
Tabellenanhang
Fortsetzung Tab. A 15
Exp.
Tier Arg-Dosis Probenahme
g/d
Uhrzeit
14
6
7.00
II
6
8.00
6
10.00
6
13.00
15
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
20
18
7.00
18
8.00
18
10.00
18
13.00
26
12
7.00
12
8.00
12
10.00
12
13.00
12
14
7.00
12
8.00
12
10.00
12
13.00
15
6
7.00
6
8.00
6
10.00
6
13.00
20
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
26
18
7.00
18
8.00
10.00
18
18
13.00
30
0
7.00
III
0
8.00
0
10.00
0
13.00
36
6
7.00
6
8.00
6
10.00
6
13.00
43
12
7.00
12
8.00
12
10.00
12
13.00
46
18
7.00
18
8.00
18
10.00
18
13.00
Harnstoff
mmol/l
1.85
1.75
1.95
1.70
1.80
2.25
2.30
2.00
1.20
1.25
1.40
1.05
1.70
1.85
1.60
1.60
1.65
1.70
1.65
1.50
1.45
1.50
1.45
1.20
1.85
1.95
1.80
1.60
2.05
2.20
1.90
1.50
2.40
2.70
2.85
2.25
1.45
1.60
1.45
1.25
1.45
1.50
1.45
1.30
1.80
1.60
1.45
1.30
136
Glucose
mmol/l
3.83
3.44
3.50
3.83
4.00
3.77
4.19
4.22
3.61
3.35
3.91
4.11
3.77
3.81
4.15
4.27
4.05
3.58
3.94
3.91
4.38
4.00
4.33
4.22
3.77
3.30
3.52
3.63
4.66
3.80
4.00
4.08
3.55
3.33
3.25
3.75
4.80
3.94
4.33
5.02
4.80
4.77
4.63
4.41
4.38
4.02
4.13
3.94
Insulin
µU/ml
12.90
15.70
9.30
11.30
(39.50)
(34.90)
(36.10)
(41.80)
15.80
20.60
33.40
17.10
13.00
17.60
19.40
24.90
17.10
20.40
14.70
25.60
10.50
14.40
12.00
14.60
27.10
14.30
21.00
19.30
13.20
10.80
11.80
11.90
18.70
15.10
17.60
21.20
16.80
16.80
20.30
18.30
30.80
27.40
21.80
19.10
30.80
24.50
28.70
11.90
Kreatinin
µmol/l
108.20
94.50
101.20
106.00
93.30
95.90
97.70
90.20
113.70
104.00
111.10
110.40
124.80
128.20
113.80
119.20
103.80
109.20
95.50
102.50
82.70
105.30
102.00
105.60
105.80
98.00
100.60
102.40
121.30
111.40
123.10
112.70
62.80
66.70
65.30
67.80
82.80
86.90
84.20
80.90
82.40
79.90
79.40
78.00
78.50
73.80
103.90
72.70
IGF-1
ng/ml
140.50
330.65
349.03
217.76
231.56
166.65
113.13
138.13
251.09
115.07
59.59
295.42
356.57
195.13
249.53
114.90
138.10
234.35
253.75
249.46
102.80
291.73
63.17
332.16
35.06
367.86
85.95
136.83
73.32
63.55
219.58
312.01
203.61
183.40
226.66
284.67
321.75
282.15
315.32
327.36
381.38
403.78
353.04
406.19
332.40
247.27
309.01
356.89
bGH
ng/ml
39.92
5.52
4.15
37.99
10.13
7.19
11.29
10.49
16.64
19.17
11.79
7.46
15.31
4.80
6.52
7.15
3.41
1.77
33.22
2.39
8.32
1.02
5.37
10.63
6.52
27.47
10.83
2.12
38.46
0.00
0.20
14.30
19.09
4.71
0.00
17.27
25.76
2.50
1.90
11.73
9.93
3.31
1.31
4.62
0.85
3.33
11.75
0.00
Tabellenanhang
Fortsetzung Tab. A15
Exp.
Tier Arg-Dosis Probenahme Harnstoff
g/d
Uhrzeit
mmol/l
30
12
7.00
1.77
III
12
8.00
1.90
12
10.00
1.90
12
13.00
1.50
36
18
7.00
1.42
18
8.00
1.45
18
10.00
1.25
18
13.00
1.22
43
6
7.00
1.90
6
8.00
2.15
6
10.00
1.95
6
13.00
1.70
46
0
7.00
1.70
0
8.00
1.95
0
10.00
1.70
0
13.00
1.55
30
18
7.00
1.50
18
8.00
1.70
18
10.00
1.70
18
13.00
1.35
36
12
7.00
1.60
12
8.00
1.70
12
10.00
1.50
12
13.00
1.20
43
0
7.00
2.00
0
8.00
2.40
0
10.00
2.60
0
13.00
1.90
46
6
7.00
1.55
6
8.00
1.75
6
10.00
1.85
6
13.00
1.45
30
6
7.00
1.40
6
8.00
1.55
6
10.00
1.50
6
13.00
1.30
36
0
7.00
1.55
0
8.00
1.60
0
10.00
1.45
0
13.00
1.35
43
18
7.00
1.40
18
8.00
1.32
18
10.00
1.30
18
13.00
1.15
46
0
7.00
1.35
0
8.00
1.50
0
10.00
1.70
0
13.00
1.30
Werte in Klammern gingen nicht in die Berechnung ein.
137
Glucose
mmol/l
4.25
3.14
3.44
4.25
4.33
3.72
3.63
4.05
4.69
4.30
4.44
4.50
3.90
4.00
3.75
4.13
4.30
3.25
3.86
3.94
4.22
3.86
4.41
4.55
4.69
4.38
4.50
4.74
4.16
3.47
3.66
4.05
3.69
3.39
3.55
3.63
4.38
4.19
4.13
4.22
4.61
4.27
4.36
4.63
4.19
3.75
3.86
4.27
Insulin
µU/ml
46.80
35.00
23.90
50.90
13.20
25.50
17.60
19.40
19.10
15.30
28.90
40.60
9.10
15.50
9.80
13.50
32.20
19.70
51.40
76.60
52.50
13.10
37.10
48.80
8.40
12.70
9.90
13.00
21.80
8.20
8.00
8.20
8.10
24.60
6.80
19.90
11.10
14.90
10.60
9.90
20.00
21.30
24.40
37.00
13.10
11.60
7.10
18.40
Kreatinin
µmol/l
68.90
58.10
70.60
68.50
81.00
74.60
81.70
74.60
83.70
86.80
76.60
77.90
85.30
85.20
85.10
79.20
78.80
77.10
80.00
76.10
90.40
93.80
95.30
94.40
89.40
87.40
85.80
87.40
96.10
93.30
90.30
94.60
72.80
76.10
72.90
72.20
87.20
78.90
84.40
88.50
85.00
82.90
83.60
83.00
94.10
93.30
89.20
88.70
IGF-1
ng/ml
312.74
605.79
368.87
350.03
299.20
234.60
317.73
286.33
443.99
466.35
334.47
407.55
187.88
289.31
282.11
327.31
255.49
296.96
286.60
272.72
319.56
273.75
267.32
271.67
487.16
499.70
362.14
359.15
387.57
257.30
209.86
220.61
407.89
380.75
412.14
355.45
419.39
295.26
386.50
397.68
346.36
487.53
391.13
308.66
437.27
410.07
295.64
436.92
bGH
ng/ml
37.62
1.65
24.96
11.04
15.60
26.09
20.17
36.34
6.25
3.71
1.15
6.04
0.76
0.30
12.79
1.90
0.00
3.27
44.53
0.00
4.25
15.97
4.82
31.55
0.00
1.16
8.25
4.06
6.10
23.88
13.58
7.38
5.00
17.48
9.21
13.75
0.78
0.45
13.15
5.18
2.57
0.00
12.63
6.65
1.39
1.36
8.10
0.00
Tabellenanhang
Tab. A 16
Aktivität der Arginase im Lebergewebe
Exp.
Periode
Tier
Arginindosis
II
1
14
15
20
26
14
15
20
26
14
15
20
26
14
15
20
26
30
36
43
46
30
36
43
46
30
36
43
46
30
36
43
46
18
12
6
0
0
18
12
6
6
0
18
12
12
6
0
18
0
6
12
18
12
18
6
0
18
12
0
6
6
0
18
0
2
3
4
III
1
2
3
4
138
Arginase
U/100mg Leber
U/mg Protein
17.77
9.7
19.82
10.8
21.31
11.6
17.28
9.4
14.05
7.6
19.54
10.6
18.07
9.8
22.44
12.2
10.66
5.8
16.93
9.2
14.54
7.9
14.21
7.7
15.12
8.2
19.91
10.8
22.58
12.3
22.03
12.0
24.43
12.5
21.71
10.9
30.56
15.8
27.77
14.5
21.32
10.9
20.77
10.5
22.19
11.5
26.17
13.6
23.62
12.1
22.45
11.3
27.16
14.1
22.85
11.9
18.35
9.4
20.89
10.5
9.8
18.88
23.90
12.4
Tabellenanhang
Tab. A 17
Freie Aminosäuren im Plasma (µg/ml) Exp. I
Experiment I
Tier Dosis Uhrzeit
83
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
87
18
7.00
18
8.00
18
10.00
18
13.00
93
6
7.00
6
8.00
6
10.00
6
13.00
83
6
7.00
6
8.00
6
10.00
6
13.00
84
18
7.00
18
8.00
18
10.00
18
13.00
87
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
93
12
7.00
12
8.00
12
10.00
12
13.00
83
12
7.00
12
8.00
12
10.00
12
13.00
84
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
87
6
7.00
6
8.00
6
10.00
6
13.00
93
18
7.00
18
8.00
18
10.00
18
13.00
Ser
9.12
9.21
7.76
6.81
10.93
11.30
9.24
10.13
7.27
6.56
6.58
6.12
8.54
8.48
7.49
8.39
7.48
7.86
6.68
6.53
8.52
9.52
7.66
8.57
10.71
9.98
7.29
7.33
8.92
8.38
8.30
8.91
11.28
9.87
6.76
6.31
11.91
11.43
8.21
10.91
9.65
9.78
7.97
8.23
Glu
22.01
24.05
23.22
21.34
19.57
20.82
20.17
20.36
24.18
22.34
20.17
20.66
20.44
21.66
20.67
21.30
22.19
24.56
23.06
22.50
20.34
20.01
17.97
18.63
25.46
25.11
21.54
20.73
24.35
24.28
21.04
22.58
24.22
19.97
28.43
24.47
21.04
21.49
19.66
20.94
24.15
24.54
23.36
21.41
Gly
25.27
25.06
21.65
20.00
23.20
23.24
20.29
19.18
20.28
18.15
16.66
16.74
26.66
26.88
23.98
24.75
20.85
21.27
18.38
18.22
27.53
25.70
22.28
24.19
31.13
27.08
23.95
23.83
9.56
21.14
28.22
28.90
0.00
29.89
17.95
17.02
29.17
28.66
24.23
25.45
27.50
26.45
23.97
22.69
Ala
23.60
23.75
22.19
20.24
24.99
22.89
22.96
24.75
20.95
19.42
18.21
17.96
21.55
21.84
21.80
25.62
21.43
20.70
19.73
19.84
22.18
21.04
21.15
25.59
22.59
19.88
17.62
18.90
10.63
21.31
17.21
17.56
0.00
19.09
21.42
19.97
25.65
24.39
22.44
27.22
23.92
21.97
19.21
17.33
Val
23.18
25.13
25.13
22.69
27.86
29.70
28.33
30.41
24.33
24.68
25.90
24.58
25.84
25.81
23.49
27.49
22.39
24.95
22.95
22.89
25.40
25.77
22.82
27.14
27.97
26.11
22.15
24.22
23.95
23.41
22.31
23.36
23.04
23.39
21.71
21.23
29.26
27.87
23.58
31.53
28.02
28.71
25.34
25.94
Ile
10.78
11.88
12.68
11.23
12.26
13.35
12.87
14.42
11.20
11.54
12.16
11.37
10.94
10.91
10.76
14.58
11.69
13.38
13.03
11.88
10.30
10.18
9.10
12.11
12.53
11.82
9.38
10.28
11.61
11.52
8.66
9.69
10.81
11.30
12.19
11.93
14.03
11.08
9.69
16.02
12.71
13.92
10.22
11.18
139
Leu
10.75
11.44
11.66
10.65
14.03
15.11
12.96
15.99
11.34
11.35
12.19
10.99
12.85
12.57
10.77
14.99
10.78
11.89
10.09
10.21
11.26
11.96
9.32
12.25
14.74
13.68
9.88
11.04
11.71
11.37
9.57
10.68
10.89
12.94
9.29
9.35
14.83
12.59
9.79
16.46
13.68
13.74
10.80
11.30
Tyr
6.95
7.86
7.66
7.10
10.87
11.50
9.76
12.02
8.84
9.10
9.14
8.90
10.11
10.62
8.78
10.98
10.36
12.45
10.78
10.17
10.39
11.59
9.35
11.40
12.39
12.33
9.19
9.66
10.50
10.48
7.90
8.64
9.82
10.09
10.07
9.76
13.21
11.96
9.63
13.26
12.17
12.93
10.73
10.75
Phe
5.77
5.92
6.25
5.92
7.88
8.03
7.16
9.26
8.04
8.02
8.35
8.33
7.11
7.09
6.10
8.08
6.43
7.02
6.17
6.03
7.02
7.63
6.12
7.58
9.13
8.44
6.58
7.17
7.56
7.40
6.73
7.01
7.17
7.43
6.30
6.52
8.32
7.44
6.24
8.59
8.45
8.60
7.18
7.71
His
15.84
16.49
16.40
14.95
13.30
14.32
13.57
13.75
9.03
8.85
8.45
8.36
18.84
19.19
18.46
19.57
8.58
9.05
8.15
8.03
14.85
14.87
13.71
15.03
12.90
11.78
11.02
11.39
13.67
13.83
17.59
18.28
13.85
17.18
9.24
8.74
15.52
15.90
14.16
15.76
12.23
12.58
11.64
12.18
Lys
28.25
30.05
25.34
22.29
36.08
37.69
33.56
35.75
30.31
29.68
27.14
27.86
20.81
22.31
20.62
25.05
30.98
28.84
27.09
24.28
23.50
22.67
19.45
25.67
36.39
36.31
27.89
29.79
25.29
24.43
23.42
23.83
24.63
25.25
23.22
20.63
29.22
28.18
21.56
29.16
37.20
36.37
30.83
25.97
Arg
20.03
26.73
21.50
19.36
33.22
33.45
34.41
38.11
21.08
20.79
20.97
21.57
20.59
23.85
20.87
22.80
38.00
46.27
32.63
27.83
18.77
19.69
16.62
20.44
32.29
37.14
23.52
25.94
25.04
26.01
21.25
20.04
25.94
24.29
22.87
20.36
25.54
26.09
19.48
25.83
34.65
42.51
30.42
22.64
Pro
7.00
6.89
7.83
6.27
7.56
8.70
8.29
9.37
5.76
5.63
5.75
5.22
7.82
8.19
7.46
8.97
6.86
7.41
6.12
6.51
7.98
7.91
7.17
9.07
8.43
7.90
7.09
6.55
8.23
7.40
7.42
6.96
7.82
7.81
7.72
6.05
9.48
9.98
7.84
9.11
7.99
9.03
6.67
6.64
Tabellenanhang
Fortsetzung Tab. A 17
Tier Dosis Uhrzeit Ser
83
18
7.00 11.56
18
8.00 11.86
18
10.00 9.61
18
13.00 10.49
84
6
7.00 9.90
6
8.00 8.52
6
10.00 7.04
6
13.00 6.19
87
12
7.00 10.59
12
8.00 10.71
12
10.00 8.14
12
13.00 9.50
93
0
7.00 10.10
0
8.00 9.66
0
10.00 7.93
0
13.00 6.84
Tab. A 18
Glu
22.07
22.09
23.29
19.77
24.08
28.25
25.04
21.94
20.08
24.70
18.90
19.00
22.70
25.89
21.70
21.41
Gly
32.80
31.75
29.77
28.29
22.87
22.10
20.47
18.35
29.78
28.77
24.46
25.75
29.62
26.50
23.28
23.18
Ala
23.02
23.81
18.94
20.41
22.69
21.39
21.74
20.47
25.21
25.07
24.15
24.31
31.11
29.18
26.68
26.08
Val
24.83
24.48
21.84
22.81
22.73
21.82
21.94
19.95
28.10
28.50
24.48
28.28
30.54
31.32
29.39
27.44
Ile
10.70
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Arg
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Phe
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His
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Lys
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Arg
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Pro
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9.90
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8.15
9.16
7.63
8.58
8.27
8.86
8.35
7.81
9.38
8.77
6.84
8.66
10.55
9.64
8.39
9.02
Freie Aminosäuren im Plasma (µg/ml) Exp. II
Experiment II
Tier Dosis Uhrzeit
14
18
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18
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18
10.00
18
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15
12
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12
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Ser
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Gly
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Val
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Leu
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7.81
12.73
11.74
10.26
9.87
Tabellenanhang
Fortsetzung Tab. A 18
Tier Dosis Uhrzeit Ser
26
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.
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.
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6.93
7.49
6.36
7.28
7.96
8.37
7.34
7.97
9.20
8.25
8.33
7.31
8.03
8.13
9.85
7.85
Tabellenanhang
Tab. A 19
Freie Aminosäuren im Plasma (µg/ml) Exp. III
Experiment III
Tier Dosis Uhrzeit
30
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
36
6
7.00
6
8.00
6
10.00
6
13.00
43
12
7.00
12
8.00
12
10.00
12
13.00
46
18
7.00
18
8.00
18
10.00
18
13.00
30
12
7.00
12
8.00
12
10.00
12
13.00
36
18
7.00
18
8.00
18
10.00
18
13.00
43
6
7.00
6
8.00
6
10.00
6
13.00
46
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
30
18
7.00
18
8.00
18
10.00
18
13.00
36
12
7.00
12
8.00
12
10.00
12
13.00
43
0
7.00
0
8.00
0
10.00
0
13.00
46
6
7.00
6
8.00
6
10.00
6
13.00
Ser
10.66
14.65
7.84
11.55
7.11
10.09
5.91
8.82
8.88
12.74
6.57
10.72
8.15
10.35
6.66
8.81
7.30
12.22
7.00
10.51
7.99
12.69
6.69
9.73
9.47
12.84
6.72
10.16
7.72
11.45
6.87
10.78
7.52
9.38
5.93
8.94
5.91
8.85
5.43
7.44
8.71
9.48
6.45
8.66
6.57
9.19
5.37
7.37
Glu
22.98
26.03
20.29
22.16
18.86
22.47
19.34
20.78
20.63
22.98
18.94
20.12
22.84
23.99
21.10
20.68
18.92
22.32
20.31
20.86
22.26
23.66
21.15
21.67
24.55
25.61
22.99
21.81
23.56
25.54
23.98
22.79
20.58
20.19
18.27
19.85
18.87
20.69
19.03
19.23
24.44
24.45
21.10
21.84
19.06
22.66
19.77
20.05
Gly
32.03
28.45
24.36
22.24
23.40
22.34
18.69
17.50
24.90
23.46
20.82
21.48
22.83
19.49
17.41
17.52
23.54
23.38
21.63
21.09
22.94
19.76
20.36
19.34
24.34
20.00
20.96
19.09
21.02
18.46
18.24
18.10
19.95
19.49
17.70
18.55
18.96
19.48
18.99
18.69
27.67
21.41
20.61
23.07
19.06
17.36
17.33
16.15
Ala
21.74
26.84
21.89
24.96
23.37
27.82
23.14
25.68
19.61
24.13
17.84
22.54
22.99
25.41
18.44
23.78
21.56
28.22
22.38
28.52
37.00
40.68
34.13
41.34
21.78
25.89
20.00
22.69
25.98
30.82
25.42
33.38
20.75
26.95
20.58
26.15
22.85
25.91
18.92
25.53
26.54
27.83
23.74
28.53
29.82
30.82
27.63
29.91
Val
38.14
43.78
34.23
36.05
27.40
32.41
25.98
29.03
29.02
34.85
24.75
29.17
32.56
35.25
28.14
26.65
25.50
30.86
26.48
26.92
34.51
37.33
32.12
31.74
31.86
29.72
28.43
26.52
32.85
34.10
33.27
32.87
26.75
32.18
24.15
29.97
26.75
33.24
23.68
30.09
30.97
32.03
26.01
30.99
31.43
35.54
29.41
34.61
Ile
19.01
20.61
16.32
15.85
11.75
14.71
11.36
13.44
14.51
16.70
11.55
14.24
13.79
14.54
11.86
12.06
13.26
17.43
14.74
15.44
16.27
18.63
15.28
15.00
17.21
15.69
14.94
14.70
15.17
16.33
16.29
17.33
13.61
15.23
11.63
13.88
13.06
15.12
10.92
13.54
17.57
15.23
14.27
15.28
16.51
16.05
15.19
15.85
142
Leu
21.15
22.53
17.28
16.32
12.68
14.91
11.39
14.03
17.44
18.72
12.58
15.52
15.67
16.08
13.71
13.50
11.97
15.50
11.99
13.62
17.37
19.88
16.26
16.06
17.75
16.78
13.84
13.98
16.30
17.35
16.40
18.06
13.83
15.40
9.89
13.31
12.85
14.84
10.36
13.37
15.31
12.06
10.72
12.17
17.25
15.68
14.19
15.47
Tyr
13.89
14.59
10.63
9.65
10.29
11.87
9.92
9.86
10.97
11.19
7.17
8.56
7.61
8.09
6.90
6.46
10.21
12.76
10.14
10.04
12.25
13.41
11.45
9.52
11.44
10.09
8.21
7.76
10.15
10.92
9.81
9.83
12.15
12.32
8.97
9.53
8.38
9.56
6.72
8.11
9.59
7.05
6.30
6.22
10.19
9.84
8.80
8.66
Phe
12.25
12.68
10.18
9.06
7.73
8.45
7.16
7.60
9.99
10.40
7.33
8.66
7.66
7.49
6.55
6.07
7.57
8.99
7.23
7.64
9.30
9.70
8.63
7.62
9.76
8.89
7.70
7.29
8.59
8.66
8.12
8.19
9.95
9.86
7.44
8.48
9.31
9.89
7.43
8.90
9.38
7.11
6.64
6.94
9.42
8.37
7.70
7.78
His
12.32
12.17
11.05
11.25
10.55
10.92
10.12
10.16
11.12
11.91
9.77
10.66
10.87
10.65
9.35
9.13
10.30
11.90
10.33
10.69
12.85
12.88
11.83
12.12
13.39
12.93
12.18
11.60
12.25
12.78
11.91
12.55
10.47
11.19
9.87
10.76
9.63
10.74
9.23
9.74
12.46
11.22
10.85
10.72
11.28
11.60
11.11
10.40
Lys
23.96
26.56
16.49
15.28
12.74
18.06
9.71
10.91
20.07
26.14
14.11
16.63
16.37
17.53
10.18
10.39
11.33
19.70
11.03
11.18
17.25
22.10
14.74
14.43
26.16
24.26
16.55
17.53
18.92
23.30
17.16
17.84
11.37
12.34
9.00
9.57
10.57
13.21
7.45
9.74
22.44
19.33
14.96
16.17
16.55
18.27
12.84
12.84
Arg
27.49
31.31
23.14
23.89
63.11
31.93
53.02
33.77
142.90
79.24
105.86
47.94
173.37
67.05
110.61
46.45
74.64
66.23
75.75
177.90
69.20
81.13
34.90
104.05
45.24
105.83
141.39
21.46
24.75
21.30
22.26
28.05
27.31
72.24
87.80
49.96
27.77
41.52
117.69
24.84
23.26
20.17
21.50
42.09
28.14
21.21
20.71
Pro
9.91
9.55
8.63
7.15
8.17
9.37
7.88
6.93
9.26
8.35
7.35
6.88
8.53
7.70
6.30
4.52
7.80
7.74
8.03
7.37
10.90
10.44
9.42
8.67
9.41
7.99
8.24
6.59
7.64
7.13
7.85
6.60
7.15
7.91
6.85
8.53
6.50
5.32
5.25
4.38
8.68
7.20
7.18
7.43
8.36
7.31
8.01
6.16
Tabellenanhang
Fortsetzung Tab. A 19
Tier Dosis Uhrzeit Ser
30
6
7.00 8.34
6
8.00 10.80
6
10.00 7.58
6
13.00 11.06
36
0
7.00 7.89
0
8.00 12.18
0
10.00 8.44
0
13.00 8.83
43
18
7.00 8.65
18
8.00 11.17
18
10.00 7.75
18
13.00 9.25
46
0
7.00 8.42
0
8.00 10.95
0
10.00 6.57
0
13.00 8.76
Glu
20.06
22.59
21.39
20.22
21.74
19.88
20.19
18.96
21.40
21.53
20.86
19.97
21.86
21.18
22.26
18.46
Gly
27.06
24.27
24.33
22.65
22.37
19.07
20.20
16.69
27.56
22.42
23.06
22.55
23.66
20.06
18.78
16.62
Ala
30.69
36.25
31.04
34.97
33.87
35.16
32.55
31.61
24.16
24.91
25.25
28.89
36.86
38.20
31.67
32.03
Val
28.60
32.96
28.80
34.17
33.67
37.11
34.57
33.77
27.10
27.85
27.39
28.11
34.73
36.34
30.20
32.64
Ile
15.37
17.89
15.84
20.17
18.74
21.00
19.89
18.54
15.38
16.12
16.23
17.25
18.50
18.37
15.13
16.89
143
Leu
12.99
14.92
13.12
17.28
18.26
20.15
18.96
18.07
13.37
13.77
12.82
13.72
18.09
17.66
13.04
14.87
Tyr
11.14
12.49
11.14
12.39
12.12
13.56
13.65
12.10
9.12
9.43
8.69
8.33
13.96
13.34
10.59
9.99
Phe
8.04
8.36
7.96
8.92
9.48
9.95
9.76
8.86
8.29
7.99
7.67
7.55
9.96
9.32
7.25
7.52
His
12.02
12.23
12.28
12.31
14.41
14.07
14.39
13.13
12.08
11.53
11.61
11.21
12.70
12.12
11.32
10.42
Lys
13.93
18.11
12.56
19.00
18.96
20.35
20.11
17.67
19.21
20.53
16.73
20.07
18.26
20.54
12.82
15.20
Arg
26.56
38.08
24.69
32.88
23.99
26.12
24.46
22.08
91.71
42.71
42.78
105.79
21.79
23.58
17.49
17.99
Pro
9.00
8.43
9.29
9.32
11.53
11.03
12.05
9.18
8.19
6.42
8.92
7.52
11.55
10.35
9.42
8.26
Eidesstattliche Erklärung
Hiermit erkläre ich, dass ich die Dissertation „Quantifizierung des Proteinumsatzes von
wachsenden Bullen unter dem Einfluss einer Arginin-Infusion“ selbständig verfasst habe.
Bei der Anfertigung wurden folgende Hilfen Dritter in Anspruch genommen:
Ein Stipendium über insgesamt 10 Monate der H. Wilhelm Schaumann Stiftung sowie eine
Förderung von 2 Jahren der Deutschen Forschungsgemeinschaft.
Ich habe keine entgeltliche Hilfe von Vermittlungs- bzw. Beratungsdiensten
(Promotionsberater oder anderer Personen) in Anspruch genommen. Niemand hat von mir
unmittelbar oder mittelbar entgeltliche Leistungen für Arbeiten enthalten, die im
Zusammenhang mit dem Inhalt der vorgelegten Dissertation stehen.
Ich habe die Dissertation an folgenden Institutionen angefertigt:
Im Forschungsbereich für Ernährungsphysiologie „Oskar Kellner“ des Forschungsinstitutes
für die Biologie landwirtschaftlicher Nutztiere (FBN), Dummerstorf. In Zusammenarbeit mit
dem Institut für umweltgerechte Tierhaltung der Agrar- und Umweltwissenschaftlichen
Fakultät der Universität Rostock.
Die Dissertation wurde bisher nicht für eine Prüfung oder Promotion oder für einen ähnlichen
Zweck zur Beurteilung eingereicht.
Ich versichere, dass ich die vorstehenden Angaben nach bestem Wissen vollständig und der
Wahrheit entsprechend gemacht habe.
Danksagung
An dieser Stelle möchte ich mich bei all denen herzlich bedanken, die zum Zustandekommen
dieser Arbeit beigetragen haben.
Herrn Prof. Dr. Gerhard Breves und Herrn Prof. Dr. Martin Gabel danke ich für die Überlassung
des Themas, für die Förderung und für die stets gewährte Unterstützung bei der Anfertigung der
Arbeit. Herrn Dr. habil. Jürgen Voigt gilt mein besonderer Dank für die fachliche Betreuung bei der
Durchführung der Untersuchungen sowie bei der Auswertung und Diskussion der Ergebnisse.
Den
Mitarbeitern
des
Forschungsbereiches
Ernährungsphysiologie
„Oskar
Kellner“
des
Forschungsinstituts für die Biologie landwirtschaftlicher Nutztiere Dummerstorf danke ich für die
freundliche Aufnahme im Institut. Besonders meinen Mit-Doktorandinnen Dorit Fiedler und Antje
Sandek sei für ihre immerwährende Freundlichkeit und Unterstützung in allen (Computer-) Fragen
gedankt. Bei der Durchführung der Laborarbeiten erhielt ich jederzeit kompetente Hilfe und
Unterstützung, wobei ich besonders Frau Kirsten Karpati und Frau Brigitte Waischnow und die
gesamte Arbeitsgruppe von Dr. habil. Jürgen Voigt nennen möchte. Herrn Dr. Olaf Bellmann und
Anja Schoppmeyer danke ich für ihre kompetente tierärztliche Hilfe in Rat und Tat bei allen
chirurgischen Eingriffen. Herrn Dr. Armin Tuchscherer sei für die gewährte Hilfeleistung bei der
statistischen Auswertung der Ergebnisse gedankt. Herr Bert Fölsch hat mit seinem unermüdlichen
Einsatz bei den Tierversuchen auf besondere Weise zu dem Gelingen der Arbeit beigetragen.
Allen Mitarbeitern der Versuchsanlage „Friedrich Harms“ der Universtität Rostock danke ich
ebenfalls für ihre Unterstützung bei der Durchführung der Tierversuche.
Der Firma Laboklin sei für ihr großzügiges Entgegenkommen bei der Analyse der Proben auf den
Kreatiningehalt gedankt.
Der H. Wilhelm Schaumann Stiftung und der Deutschen Forschungsgemeinschaft danke ich für die
mir gewährte finanzielle Unterstützung durch Stipendien.
Ganz besonders möchte ich mich bei meinem Freund Frank Plesse sowie meinen Eltern und
Freunden dafür bedanken, dass sie mich mit Hilfsbereitschaft, Verständnis, Ansporn und mit ihrem
Rat durch alle Phasen der Arbeit hindurch begleitet haben.