1.2 Untersuchungsmaterialien - Institut für Hygiene und Mikrobiologie

Leistungskatalog
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
der
Julius-Maximilians-Universität zu Würzburg
Stand Februar 2012
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Öffnungszeiten – Ansprechpartner – Rufbereitschaft
Dienstzeiten:
Montag - Freitag
Annahmeschluss
Samstag
Annahmeschluss
Sonntag
Annahmeschluss
8.00 - 17.00 Uhr
16.30 Uhr
8.00 - 12.00 Uhr
11.30 Uhr
8.00 - 12.00 Uhr
11.30 Uhr
Rufbereitschaftsdienst:
Montag - Freitag:
17.00 - 8.00 Uhr
Samstag und Sonntag
12.00 - 8.00 Uhr
Diensthandy:
Bei eiligen Untersuchungen können die Materialien auch außerhalb der regulären
Dienstzeiten verarbeitet werden. In diesen Fällen ist der Dienstarzt über die Telefonzentrale
201-13 oder über Dienst-Handy 0172 - 6633567 erreichbar.
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Wichtige Adressen, Telefonanschlüsse und Funkruf
__________________________________________________________________________
Telefon
__________________________________________________________________________
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Institutsvorstand Prof. Dr. M. Frosch
Sekretariat
46 161
Stellvertreter
Prof. Dr. U. Vogel
46 802
Nationales Referenzzentrum für Meningokokken
Prof. Dr. U. Vogel
46 802
Medizinische Mikrobiologie
Prof. Dr. Dr. Abele-Horn
46 941
Infektiologie
Prof. Dr. Dr. Abele-Horn
46 941
Krankenhaushygiene
Prof. Dr. U. Vogel
46 802
Hygienefachkräfte
Frau Heinrich
57 141
Frau Junger
57 142
Herr Kröckel
57 143
Frau Vogel
57144
Diagnostik
Befundabfrage
46 712
Pforte
46 918
Varialabor
46 939
Blutkultur-, Liquorlabor
46 933
TB-Labor
46 919
Pilzlabor
46 910
Stuhl-/Parasitologielabor
46 940
Serologisches Labor
46 938
DNA-Labor
46 912
__________________________________________________________________________
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Inhaltsverzeichnis
1
BAKTERIOLOGIE .......................................................................................................... 8
1.1
Allgemeine Angaben zur Gewinnung und zum Transport mikrobiologischer
Untersuchungsmaterialien ................................................................................................. 8
1.1.1
Gewinnung und Versand mikrobiologischer Untersuchungsmaterialien .. 8
1.2
Untersuchungsmaterialien ......................................................................................23
1.2.1
Abstriche .......................................................................................................23
1.2.2
Materialien aus den Atemwegen ..................................................................29
1.2.3
Biopsien .........................................................................................................33
1.2.4
Blut/Stammzellen ..........................................................................................33
1.2.5
Fremdkörper ..................................................................................................36
1.2.6
Haut und Nägel ..............................................................................................38
1.2.7
Liquor .............................................................................................................39
1.2.8
Punktate .........................................................................................................40
1.2.9
Knochenmark ................................................................................................42
1.2.10 Sekrete ...........................................................................................................44
1.2.11 Gastrointestinaltrakt .....................................................................................49
1.2.12 Harnwege .......................................................................................................50
1.3
Diagnostik von Infektionskrankheiten .....................................................................54
1.3.1
Sepsis / Endokarditis / Kardiovaskuläre Infektionen ..................................54
1.3.2
Neurologische Infektionen und Infektionen des ZNS .................................66
Infektionen der oberen Atemwege .............................................................................74
1.3.3
Infektionen der Mundhöhle...........................................................................74
1.3.4
Infektionen der Nase und der Nasennebenhöhlen......................................76
1.3.5
Infektionen des Oropharynx .........................................................................77
1.3.6
Infektionen der Ohren ...................................................................................83
1.3.7
Infektionen der tiefen Atemwege .................................................................86
1.3.8
Infektionen am Auge .....................................................................................94
1.3.9
Infektionen der Haut und der Weichgewebe, postoperative
Wundinfektionen, Abszesse innerer Organe...........................................................101
1.3.10 Infektionen der Knochen und Gelenke ......................................................110
1.3.11 Infektionen der Harnwege...........................................................................115
1.3.12 Urogenitale Infektionen ..............................................................................121
1.3.13 Infektionen des Gastrointestinaltraktes ....................................................133
1.3.14 Infektionen durch Parasiten .......................................................................138
1.4
Diagnostik bei Infektionen mit seltenen Erregern..................................................143
1.4.1
Acanthamoeba ............................................................................................145
1.4.2
Actinomyces spp. .......................................................................................146
1.4.3
Amöben (Entamoeba histolytica) ...............................................................147
1.4.4
Anaerobier ...................................................................................................148
1.4.5
Aspergillus spp. ..........................................................................................150
1.4.6
Außereuropäische Pilze (Dimorphe Pilze) .................................................151
1.4.7
Bacillus anthracis (Anthrax) .......................................................................152
1.4.8
Bartonella spp. ............................................................................................153
1.4.9
Bordetella pertussis – B. parapertussis - Keuchhusten ...........................154
1.4.10 Borrelia burgdorferi - Borreliose ................................................................155
1.4.11 Brucella spp. ...............................................................................................157
1.4.12 Candida spp. ...............................................................................................158
1.4.13 Capnocytophaga canimorsus ....................................................................160
1.4.14 Chlamydophila pneumoniae.......................................................................161
1.4.15 Chlamydophila psittaci ...............................................................................162
1.4.16 Chlamydia trachomatis ...............................................................................163
1.4.17 Clostridium spp. ..........................................................................................165
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1.4.18 Corynebacterium diphtheriae - Diphtherie ................................................167
1.4.19 Coxiella burnetii ..........................................................................................169
1.4.20 Cryptococcus neoformans .........................................................................170
1.4.21 Cryptosporidium spp. .................................................................................171
1.4.22 Dermatophyten ............................................................................................172
1.4.23 Echinococcus multilocularis ......................................................................173
1.4.24 Echinococcus granulosus ..........................................................................173
1.4.25 Erysipelothrix - Erysipeloid (Schweinerotlauf) .........................................174
1.4.26 Francisella tularensis - Tularämie ..............................................................175
1.4.27 Giardia duodenalis - Giardiasis ..................................................................176
1.4.28 Erreger der HACEK-Gruppe .......................................................................177
1.4.29 Legionella spp. - Legionellose ...................................................................178
1.4.30 Leishmanien - Leishmaniose .....................................................................180
1.4.31 Leptospira spp. - Leptospirose ..................................................................181
1.4.32 Listeria spp. - Listeriose .............................................................................182
1.4.33 MRSA – Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus ..........................183
1.4.34 Mycoplasma hominis ..................................................................................184
1.4.35 Mycoplasma pneumoniae ...........................................................................185
1.4.36 Mykobakterien - Mycobacterium tuberculosis - Komplex ........................186
1.4.37 Nicht-tuberkulöse Mykobakterien (NTM) ...................................................188
1.4.38 Neisseria gonorrhoeae - Gonorrhoe ..........................................................190
1.4.39 Nocardia spp. - Nokardiose ........................................................................191
1.4.40 Pneumocystis jirovecii ...............................................................................192
1.4.41 Staphylococcus spp. ..................................................................................193
1.4.42 MRSA ...........................................................................................................195
1.4.43 Streptococcus spp. .....................................................................................196
1.4.44 Ureaplasma urealyticum .............................................................................197
1.4.45 Vibrio cholerae - Cholera ...........................................................................199
1.4.46 Yersinia spp. ................................................................................................200
2 SEROLOGIE ...............................................................................................................201
2.1
Bakteriologie ........................................................................................................201
2.1.1
Bartonella henselae ......................................................................................201
2.1.2
Borrelia burgdorferi .......................................................................................201
2.1.3
Brucella abortus ............................................................................................202
2.1.4
Campylobacter jejuni .....................................................................................203
2.1.5
Chlamydia trachomatis ..................................................................................203
2.1.6
Chlamydophila pneumoniae ..........................................................................204
2.1.7
Coxiella burnetii.............................................................................................204
2.1.8
Diphtherie-Antitoxin (Impfstatus) ...................................................................205
2.1.9
Escherichia coli O157 (EHEC) ......................................................................206
2.1.10 Francisella tularensis.....................................................................................206
2.1.11 Helicobacter pylori .........................................................................................207
2.1.12 Legionella pneumophila ................................................................................207
2.1.13 Leptospira species ........................................................................................208
2.1.14 Mycoplasma pneumoniae .............................................................................208
2.1.15 Neisseria gonorrhoeae ..................................................................................209
2.1.16 Rickettsia sp. .................................................................................................209
2.1.17 Salmonella spp..............................................................................................210
2.1.18 Streptococcus pyogenes ...............................................................................210
2.1.19 Tetanus-Antitoxin (Impfstatus).......................................................................211
2.1.20 Treponema pallidum .....................................................................................212
2.1.21 Yersinia enterocolitica/Y. pseudotuberculosis ...............................................213
2.2
Mykologie .............................................................................................................214
2.2.1
Aspergillus fumigatus ....................................................................................214
2.2.2
Seltene Aspergillus-Spezies ..........................................................................214
2.2.3
Außereuropäische Systemmykosen durch Coccidioides immitis oder
Histoplasma capsulatum .............................................................................................215
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3
4
5
6
2.2.4
Candida albicans...........................................................................................215
2.2.5
Cryptococcus neoformans, C. gattii ...............................................................216
2.2.6
Exogen Allergische Alveolitis.........................................................................216
2.3
Parasitologie ........................................................................................................217
2.3.1
Echinococcus spp. ........................................................................................217
2.3.2
Entamoeba histolytica ...................................................................................217
2.3.3
Leishmania spp. ............................................................................................218
2.3.4
Schistosoma spp. ..........................................................................................218
2.3.5
Taenia solium ................................................................................................219
2.3.6
Toxocara canis ..............................................................................................219
2.3.7
Toxoplasma gondii ........................................................................................220
2.3.8
Trichinella spiralis..........................................................................................221
2.3.9
Mycobacterium tuberculosis ..........................................................................221
HYGIENE ....................................................................................................................222
Hinweise für den Einsender ............................................................................................223
MOLEKULARBIOLOGIE .............................................................................................248
4.1
Präanalytik ...........................................................................................................248
4.2
Laufzeiten bei molekularbiologischen Untersuchungen ........................................249
4.3
Angaben zu einzelnen Untersuchungen ...............................................................251
4.3.1
Aspergillus spp. ..........................................................................................251
4.3.2
Borrelia burgdorferi ....................................................................................252
4.3.3
Chlamydophila pneumoniae.......................................................................253
4.3.4
Chlamydia trachomatis ...............................................................................254
4.3.5
Enterohämorrhagischer Escherichia coli (EHEC) .....................................255
4.3.6
Enteropathogener E. coli (EPEC) ..............................................................256
4.3.7
Enterotoxischer E. coli (ETEC) ..................................................................257
4.3.8
Enteroinvasiver E. coli (EIEC) und Shigellen ...........................................258
4.3.9
Enteroaggregativer E. coli (EAEC) ............................................................259
4.3.10 Eubakterien .................................................................................................260
4.3.11 Legionella sp. ..............................................................................................261
4.3.12 Mycobacterium tuberculosis ......................................................................262
4.3.13 Mycoplasma pneumoniae (ZNS-Infektion) ................................................263
4.3.14 Mycoplasma pneumoniae (Pneumonie) ....................................................264
4.3.15 Pneumocystis jirovecii (P. carinii f. sp. hominis) ......................................265
4.3.16 Toxoplasma gondii......................................................................................266
4.3.17 Tropheryma whipplei ..................................................................................267
4.4
Molekularbiologische Methoden zur Speziesdiagnostik, Feintypisierung und
Resistenztestung ............................................................................................................268
4.4.1
Mycobacterium sp. 16s ...............................................................................268
4.4.2
Mycobacterium sp. - ITS .............................................................................269
4.4.3
Mycobacterium tuberculosis - Komplex ....................................................270
4.4.4
Mycobacterium bovis..................................................................................271
4.4.5
Eubakteriendifferenzierung durch 16S rRNA-Sequenzierung..................272
4.4.6
Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus (MRSA): mecA-Gen .......273
4.4.7
spa-Typisierung von Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus
Stämmen (MRSA) ......................................................................................................274
4.4.8
Vancomycin Resistenzgene für Enterokokken .........................................275
4.4.9
Molekularer Direkt-Nachweis von MRSA (BDGeneOhm MRSA) ..............276
NRZM (www.meningococcus.de) ................................................................................277
5.1
Meningokokken-Nachweis und Typisierung .........................................................277
5.2
Meningokokken-Serologie ....................................................................................278
5.3
Weitere Tätigkeiten im Sinne des Aufgabenkatalogs des RKI ..............................278
5.4
Literatur ................................................................................................................279
KLHI (www.haemophilus-online.de) ............................................................................280
6.1
Haemophilus influenzae-Nachweis und Typisierung.............................................280
6.2
Weitere Tätigkeiten im Sinne des Aufgabenkatalogs des RKI ..............................281
6.3
Literatur ................................................................................................................281
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1 BAKTERIOLOGIE
1.1 Allgemeine Angaben zur Gewinnung und zum
Transport mikrobiologischer
Untersuchungsmaterialien
Die Diagnose bakterieller Infektionen zählt zu den wichtigsten Aufgaben des medizinischmikrobiologischen Labors. Die Häufigkeit, die Zahl der in Frage kommenden Erreger und die
diagnostischen Möglichkeiten haben in großem Maß zugenommen.
Der vorliegende Leistungskatalog gibt in dem speziellen Teil einen Überblick über die Erregergruppen,
die bei bakteriologisch verursachten Krankheitsbildern eine Bedeutung haben können. Im Hinblick auf
einen
gezielten
Resourceneinsatz
wird
zwischen
häufig
vorkommenden
und
seltenen
Infektionserregern unterschieden. Im Rahmen einer Stufendiagnostik sollten zuerst die häufigen
Erreger untersucht und dann, bei negativem Untersuchungsergebnis, an die seltenen Erreger gedacht
werden.
Für Mikroorganismen, die im Institut für Hygiene und Mikrobiologie nachgewiesen werden, sind die
labordiagnostischen Verfahren mit Angaben der Untersuchungsmethoden angegeben. Für Erreger,
deren Untersuchungen nicht angeboten werden, die aber differentialdiagnostisch von Bedeutung sind,
wird auf das Labor, in dem entsprechende Untersuchungen durchgeführt werden, verwiesen.
1.1.1 Gewinnung und Versand mikrobiologischer
Untersuchungsmaterialien
Die richtige Gewinnung adäquaten Untersuchungsmaterials und der sachgemäße Transport zum
Labor sind die Voraussetzung für ein valides Ergebnis. Dafür müssen folgende Bedingungen erfüllt
sein:
- ausreichende Angaben auf der Untersuchungsanforderung (Anforderungsschein)
- optimale Entnahme des Untersuchungsmaterials
- adäquate Transportbedingungen
- die Informationsübermittlung wesentlicher Patientendaten
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1.1.1.1
Angaben auf dem Anforderungsschein
Bitte senden Sie pro Untersuchungsmaterial einen Anforderungsschein ein!
Exakte Angaben auf dem Anforderungsschein erleichtern durch Einengen der Fragestellung die
Befundbeurteilung. In einigen Fällen ergibt sich aus ihnen erst die entsprechend anzuwendende
Verarbeitungstechnik (z. B. bei Brucellose, Legionellose).
Wichtige Angaben auf dem Anforderungsschein einer bakteriologischen Probe
______________________________________________________________________
Allgemeine Daten
- Name, Vorname, Geburtsdatum und Adresse des Patienten
- Station und Telefonnummer des Einsenders
- Telefonnummer über die eilige Befunde übermittelt werden sollen
- Unterschrift des einsendenden Arztes
Persönliche bzw. wesentliche Daten des Patienten
- Klinische Angaben
- Anamnestische Hinweise, z. B. Reiseanamnese
- Diagnose oder Verdachtsdiagnose (für spezielle Fragestellungen)
- Immunstatus des Patienten, z. B. Neutropenie
- Vorbehandlung und aktuelle antibiotische Therapie
- Erst- oder Wiederholungsuntersuchung (ggf. Datum und Ergebnis der Erstuntersuchung)
- Vorbefunde
Untersuchungsmaterial
- Infektlokalisation
- Art und Herkunft des Untersuchungsmaterials
(z. B. intraoperativ entnommener Abstrich von der Gallenblase, bei Blutkulturen auch
Angabe des Entnahmeorts (z. B. Vene, ZVK, Port)
- Entnahmedatum, bei Blutkulturen auch Uhrzeit der Entnahme
Untersuchungsanforderung
- Gewünschte Untersuchung, ggf. Stufendiagnostik
______________________________________________________________________
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1.1.1.2
Gewinnung von Untersuchungsmaterialien
Mangelnde Qualität des Untersuchungsmaterials führt zu einer Einschränkung der Befundqualität;
unzureichende bakteriologische Befunde führen eventuell zu falschen therapeutischen und
gelegentlich zu forensischen Konsequenzen.
Allgemeine Grundsätze zu Entnahme und Transport von Untersuchungsmaterialien
__________________________________________________________________________
-
Klärung, welches Untersuchungsmaterial für die Diagnose der vorliegenden
Erkrankung geeignet ist, z. B. Blutkulturen bei Sepsis.
-
Entnahme des Probenmaterials ohne Kontamination mit Keimen der Standortflora und Keimen
aus der Umwelt, da die Anwesenheit von Standortflora zu Interpretationsschwierigkeiten bei
der Befundung führen kann.
-
Entnahme des Probenmaterials ohne Kontakt des Untersuchungsmaterials mit Antiseptika
und Desinfizientien, um eine Schädigung der Keime zu vermeiden
-
Entnahmezeitpunkt vor Beginn der antimikrobiellen Therapie, um falsch negative Befunde zu
verhindern; eine lebensrettende Therapie hat allerdings Vorrang und sollte nicht verhindert
werden!
-
Einsendung geeigneter Untersuchungsmengen zur Durchführung aller gewünschten
Anforderungen, z. B. reicht 1 ml Liquor zur Untersuchung von Pilzen, Mykobakterien und
pathogenen Keimen nicht aus.
-
Auswahl geeigneter Transportgefäße, z. B. keine Abstrichröhrchen für flüssige
Untersuchungsmaterialien.
-
Auswahl geeigneter Transportmedien, um das Austrocknen anspruchsvoll wachsender Keime
oder das Absterben anaerober Keime zu verhindern.
-
Korrekte Beschriftung der Untersuchungsgefäße
-
Korrekter Umgang mit infektiösen Materialien:
Alle Materialien sind grundsätzlich als infektiös zu betrachten; sie müssen in sterile, dicht
verschließbare und auslaufsichere Gefäße gegeben werden; der Verdacht auf Erreger mit
einem hohem Infektionspotential (Brucellen, außereuropäische Pilze) muss wegen der Gefahr
der Laborinfektion dem Labor mitgeteilt werden (Personenschutz beachten! DIN 55515).
-
Für den Postversand müssen bezüglich der Verpackung die Richtlinien beachtet werden.
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1.1.1.3
Transportgefäße und Transportmedien
Blutkulturflasche, aerob
Blutkulturflasche, anaerob
Verwendung:
Verwendung:
zur direkten Beimpfung von aeroben Blutkulturen
zur direkten Beimpfung von anaeroben Blutkulturen
BacT/ALERT FA Aerob
bioMérieux Deutschland GmbH Art.-Nr. 259791
Bezug über Klinikapotheke möglich
BacT/ALERT FN Anaerob
bioMérieux Deutschland GmbH Art.-Nr. 259793
Bezug über Klinikapotheke möglich
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Blutkulturflasche Kinder
Verwendung:
zur direkten Beimpfung von Blutkulturen von Kindern
BacT/ALERT PF Pediatric
bioMérieux Deutschland GmbH Art.-Nr. 259794
Bezug über Klinikapotheke möglich
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Brain-Heart-Infusion-Medium
Brain-Heart-Infusion-Medium in
in Kunststoffröhrchen mit
Universal-Probenröhrchen mit
schwarzer Kappe
weißem Schraubdeckel, frei stehend
Verwendung:
zum Transport von Augenabstrichen
Verwendung: zum Transport von ZVK-Spitzen
von Neu- und Frühgeborenen
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201-46918
Nährbodenküche Tel.: 201 46707
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201-46918
Nährbodenküche Tel.: 201 46707
Schraubbecher mit
Herzklappenmedium
Probenröhrchen mit
Thioglykolatbouillon
Verwendung: zum Transport von
intraoperativ entnommenen Herzklappen
Verwendung: zum Transport von intraoperativ
entnommenen Untersuchungsmaterialien der
Orthopädischen Klinik
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201-46918
Nährbodenküche Tel.: 201-46707
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201-46918
Nährbodenküche Tel.: 201-46707
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Uricult (Urin-Eintauch-Nährmedium)
Universal-Probenröhrchen, konisch mit
rotem Schraubverschluss
(Serumröhrchen)
Verwendung:
zur direkten Beimpfung und Bebrütung von Urin
Verwendung:
zur Untersuchung von Urinproben
Bezug über Apotheke
Roche Diagnostics GmbH Art.-Nr. 1284894
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201-46918
Universal- Abstrichtupfer mit
Transportmedium (blaue Kappe)
Universal-Abstrichtupfer mit
Transportmedium (orange Kappe)
Verwendung:
Abstriche für bakteriologische und mykologische
Untersuchungen mit Transportmedium für Aerobier,
Anaerobier und anspruchsvoll wachsende Bakterien
Verwendung:
besonders dünner Tupfer für die Entnahme
von Untersuchungsmaterialien mit Transportmedium für Aerobier, Anaerobier und anspruchsvoll wachsende Bakterien, zur PCR von C.
trachomatis
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201-46918
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201-46918
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GO-Slide
Objektträger zum Nachweis von
Chlamydien im Auge
Verwendung:
kultureller Nachweis von Neisseria gonorrhoeae
Verwendung:
zum Nachweis von C. trachomatis
(Immunfluoreszenz)
Bezug über:
Becton Dickinson GmbH Art.-Nr. 273257
Weithalsgefäße mit Spezialmedium
zum Nachweis von Cholera
Spezialmedium zum Nachweis von
Leptospiren
Verwendung:
Alkalisches Peptonwasser zum Transport von
Stuhlproben bei Verdacht auf Cholera
Verwendung:
zum Nachweis von Leptospiren aus Urin,
Blut und Liquor
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201 46918
Nährbodenküche Tel.: 201 46707
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201 46918
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Spezialmedium zum Nachweis von
Urogenitalen Mykoplasmen
Universal-Probenröhrchen mit Schraubdeckel (blaue Kappe)
Verwendung:
10B-Medium zum kulturellen Nachweis von
urogenitalen Mykoplasmen (Ureaplasma
urealyticum, Mycoplasma hominis)
Verwendung:
Untersuchung von flüssigen Materialien,
Punktaten, Biopsien (mit NaCl), BAL,
Bronchialsekret
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201-46918
Bezug über:
Zentrallager des Uniklinikums (Petrinistraße)
Tel. 201 55587; SAP-Nr. 10104808
Universal-Probenröhrchen mit weißem
Schraubdeckel, frei stehend (SputumRöhrchen)
Stuhlröhrchen mit Löffel
Verwendung:
zum Nachweis von Bakterien aus Sekreten
des Respirationstraktes
Verwendung:
Untersuchung von Stuhlproben
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201-46918
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201-46918
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Magensaftröhrchen
Verwendung:
zur Untersuchung von Magensaft auf
Mycobacterium tuberculosis enthält 2 ml
70%iges Tri-Natriumphosphat zur Pufferung
Bezug über:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
Pforte Tel.: 201-46918
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1.1.1.4
Transport und Lagerung von Untersuchungsmaterialien
Zur Vermeidung von Qualitätseinbußen (quantitative Bewertung, Absterben sensibler Erreger) wird die
Verarbeitung des Materials innerhalb weniger Stunden nach der Entnahme (optimal bis zu 2 Stunden)
dringend empfohlen. Bei einem längeren Transport sollten geeignete Transportmittel verwendet
werden. Die Anlage der Materialien sollte bis spätestens 24 Stunden nach der Abnahme angestrebt
werden; innerhalb dieses Zeitraumes können die meisten Materialien bei Raumtemperatur gelagert
werden.
Anspruchsvoll wachsende Mikroorganismen wie Shigellen, Gonokokken oder Meningokokken und
Anaerobier sind besonders anfällig gegen Umwelteinflüsse und sterben nach der Entnahme der
Untersuchungsmaterialien sehr schnell ab. Um dies zu verhindern, müssen die Proben bei längerem
Transport entweder sofort ins Labor gebracht werden, oder aber in einem geeigneten
Transportmedium gelagert und transportiert werden.
Die
Lagerung
bei
Kühlschranktemperatur
ist
nur
dann
zu
empfehlen,
wenn
zwischen
Materialentnahme und Transport mehr als 12 Stunden liegen sowie bei Außentemperaturen von mehr
als 20°C. Bei der Lagerung im Kühlschrank besteht die Gefahr, dass empfindliche Erreger
(Anaerobier, Pneumokokken, Haemophilus usw.) absterben oder so geschädigt werden, dass die
kulturelle Anzucht nur schwer oder nicht mehr möglich ist. Dies trifft zu für Wunden, Abszesse,
Infektionen aus dem Respirationstrakt.
Zum Nachweis der hier aufgeführten anspruchsvoll wachsenden Mikroorganismen müssen mit
Ausnahme der Anaerobier zusätzlich zu den Routine-Untersuchungsmaterialien gesonderte Proben
abgenommen und in den aufgeführten speziellen Transportmedien verschickt werden.
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Versand und Lagerungsbedingungen für bakteriologische Untersuchungsproben
__________________________________________________________________________________
Material
Transportmedium
Methode
Transport
Lagerung
__________________________________________________________________________________
Blut
Blutkulturen
direkte Beimpfung
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT (25°C)
Knochenmark
nativ
Kultur
≤ 1 h, RT
nicht möglich
in Blutkulturen
Kultur
≤2 h, RT
≤ 24 h, RT
Erwachsene
in sterilem Gefäß
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h 4°C
Frühgeborene
Brain-Heart-Infusion-Bouillon Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 37°C
Katheterspitzen:
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Infektionen des Herzens
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
nicht möglich
in Blutkulturen
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Schrittmachersonden
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Herzklappen
in BHI-Bouillon
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Perikardpunktat
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------ZNS-Infektionen
Liquor - Bakterien
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
in Blutkulturen
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT (25°C)
Liquor - Bakterien
nativ
PCR
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Liquor - Tbc
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
nativ
PCR
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Liquor - Viren (Virologie)
nativ
PCR
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°
Abszessmaterial
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
Hirnbiopsie
in Blutkulturen
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Oberer Respirationstrakt1
Mundhöhle, Sekret
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Mundhöhle, Abstrich
anaerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Mundabstrich
aerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Mundhöhle, Abszesse
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
Aspirate Nebenhöhlen
anaerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
anaerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Material Nasopharynx
aerobes TM
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Nasenabstrich
aerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Rachenabstrich
aerobes TM
Kultur (Mikroskopie)
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Ohren
Innenohrabstriche
aerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Punktate
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
in Blutkulturen
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
_____________________________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________
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Material
Transportmedium
Methode
Transport
Lagerung
__________________________________________________________________________________
Ohren
Abstriche Otitis externa
aerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Spülflüssigkeit
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Unterer Respirationstrakt1
Sputum auf Bakterien
nativ
Kultur (PCR)
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Sputum auf Mykobakterien
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Magensaft auf Tbc
in Natriumphosphat
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Sputum auf Pilze
nativ
Kultur (AG, PCR)
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Bronchialsekret
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Trachealsekret, BAL
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Rachenspülwasser
nativ
Kultur, PCR
Aspirate Trachea
anaerobes TM
Kultur, PCR
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
nicht möglich
anaerobes TM
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
≤ 2 h, RT
≤ 24 h,
4°C
Pleurapunktat
Abszessmaterial
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
nicht möglich
anaerobes TM
Kultur
≤ 2h, RT
≤ 24 h, RT
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Augen
Bindehautabstriche
aerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Augenkammerwasser
sofortiger Transport
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
in Blutkulturen
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Hornhautgeschabsel
sofortiger Transport
Kultur, Mikroskopie
≤ 2 h, RT
nicht möglich
Kontaktlinsen
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Haut, Weichgewebe
Abstriche
aerobes, anaerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Sekrete, Eiter, Punktat
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
nicht möglich
in Blutkulturen, aerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
in Blutkulturen
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
in Blutkulturen, TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Ulcus
anaerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Biopsien
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
nicht möglich
Abszessmaterial
Fisteln
Mykosen
Hautabstriche
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Nägel, Haare
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Bisswunden - Abstriche
aerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Verbrennungswunden
aerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Wunden
__________________________________________________________________________________________
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__________________________________________________________________________________
Material
Transportmedium
Methode
Transport
Lagerung
__________________________________________________________________________________
Intraoperatives Material
Intraoperative Materialien
Galle, Abszessmaterial
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
nicht möglich
anaerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
anaerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Knochen, Gelenke
Synovialflüssigkeit2
2
Punktate
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
nicht möglich
in Blutkulturen
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
nicht möglich
anaerobes TM, in Blutkultur
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Biopsate
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
nicht möglich
Biopsate v. Verbrennungen
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Gewebe
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
nicht möglich
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Urogenitaltrakt
Urin
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Uricult
Eintauchkultur
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 37°C
Dialysat
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
in BK-Flaschen
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 37°C
Material aus Genitaltrakt:
aerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Vaginalabstrich
aerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Zervixabstrich
anaerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Urethralabstrich
nativ
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
aerobes TM
Kultur, PCR
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Prostatasekret
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
aerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Ejakulat
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
intraoperatives Material
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
anaerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Abszesse
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
in Blutkulturen
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Gastrointestinaltrakt
Stuhl zum Nachweis von:
Campylobacter
nativ
Kultur
≤ 4 h, RT
nicht möglich
Shigellen
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
in TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
nativ
Kultur
nicht möglich
nicht möglich
Cholera
in Peptonwasser
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
darmpathogene Bakterien
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
Clostridium difficile
nativ
Kultur
≤ 2 h, RT
nicht möglich
nativ
Toxinnachweis
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, 4°C
____________________________________________________________________________________________________
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____________________________________________________________________________
Untersuchungsmaterial
UntersuchungsTransportmedium
Transport
Lagerung
methode
__________________________________________________________________________________
Rektumabstrich
aerobes TM
Kultur
≤ 2 h, RT
≤ 24 h, RT
Helicobacter/Stuhl
nativ
Kultur
≤ 4 h, RT
nicht möglich
Helicobacter/Biospie
nativ
Kultur
≤ 1 h, RT
nicht möglich
Spezial-TM
Kultur
≤ 1 h, RT
≤ 4 h, 4°C
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
BAL = broncho-alveoläre Lavage, D = direkte Beimpfung, RT = Raumtemperatur, TM = Transportmedium;
1
bei längerem Transport (≥ 12 h oder über Nacht) sollte die Lagerung bei 4°C erfolgen, um ein Überwuchern der
ätiologisch bedeutsamen Flora durch Keime der Normalflora zu verhindern. Allerdings besteht dadurch die
Gefahr, dass empfindliche Keime absterben.
2
bei längerem Transport empfiehlt sich das Einimpfen in Blutkulturflaschen.
__________________________________________________________________________________
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1.2 Untersuchungsmaterialien
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
1.2.1 Abstriche
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Augenabstriche (Konjunktivalabstriche)
Pharynxabstrich
Hautabstriche
Rachenabstrich
Hautblasen
Rektalabstrich
Mundabstrich
Urethralabstrich
Nasenabstrich
Vaginalabstrich
Nasopharyngealabstrich
Wundabstrich
Ohrabstrich (Gehörgang, Mittelohr)
Zervikalabstrich
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Augenabstrich, Konjunktivalabstrich
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium)
Materialentnahme:
Augenlid ektropieren, mit einem sterilen Tupfer mehrfach über die Konjunktiva streichen, Tupfer in das
Transportmedium geben und verschließen.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Hautabstrich
Hautabstriche sind nur bei offenen Wunden sinnvoll. Eine Kontamination der Untersuchungsprobe mit
physiologischer Hautflora ist meist unvermeidlich.
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium)
Materialentnahme:
Tupfer entnehmen und mehrfach über das betroffene Hautareal streichen, Tupfer in das
Transportmedium geben und verschließen.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, bis 24 h bei RT
Seite 23 von 281
Hautblasen
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium)
Materialentnahme:
Tupfer entnehmen und mehrfach über das offene Bläschen streichen (möglichst ohne Berührung der
gesunden Haut, Tupfer in das Transportmedium geben und verschließen. Geschlossene Blasen mit
einer sterilen Kanüle aufstechen; falls möglich Flüssigkeit mit der Spritze aspirieren.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Mundabstrich
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium).
Materialentnahme:
Tupfer entnehmen und mehrfach über das betroffene Areal streichen (möglichst ohne Berührung der
gesunden Schleimhaut), Tupfer in das Transportmedium geben und verschließen.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Nasenabstrich
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium).
Materialentnahme:
Tupfer aus der Sterilverpackung entnehmen, mit dem Watteteil des Tupfers die Nasenhöhle des
Patienten abstreichen, Tupfer in das Transportmedium stecken und fest verschließen.
Bei Screening auf MRSA einen Tupfer für beide Nasenlöcher verwenden.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Nasopharyngealabstrich
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium).
Materialentnahme:
Tupfer vorsichtig entlang der Nasenscheidewand und des Nasenbodens in den Nasopharynx
vorschieben, dann rotierend abstreichen. Diese Abstriche dürfen nur ausgeführt werden, wenn die
Epiglottis nicht entzündet ist!
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Seite 24 von 281
Ohrabstrich (Gehörgang)
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium), Universal-Abstrichtupfer mit
oranger Kappe (dünnere Tupfer).
Materialentnahme:
Gehörgang:
-
Ohrmuschel vorher desinfizieren, Krusten entfernen
-
mit einem Abstrichtupfer den Gehörgang rotierend abstreichen
-
bei einem tiefen Gehörgangabstrich Ohrtrichter verwenden, um eine Kontamination mit Keimen
des Außenohres zu vermeiden.
Tupferabstrich des Gehörgangs bei Ruptur des Trommelfells:
Spekulum in Gehörgang einführen und durch dieses den Abstrich durchführen
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Ohrabstrich (Mittelohr)
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium), Universal-Abstrichtupfer mit
oranger Kappe (dünnere Tupfer).
Materialentnahme:
Punktion und Aspiration bei intaktem Trommelfell:
Gehörgang mit Tupfer und physiologischer Kochsalzlösung säubern, dann Punktion und Inzision des
Trommelfells (HNO-Arzt) und Aspiration der Mittelohrflüssigkeit.
Ruptur des Trommelfells:
direkte Aufnahme des Untersuchungsmaterials mit Hilfe eines Spekulums.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Pharynxabstrich bei Pharyngitis:
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium).
Materialentnahme:
-
Mund mehrmals mit Leitungswasser ausspülen
-
Zunge mit Spatel nach unten drücken
-
Tupfer einführen ohne die Lippen, Mundschleimhaut oder Uvula zu berühren
-
Tupfer unter Druck von oben nach unten über Tonsillen oder horizontal über die Rachenwand
streichen.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT.
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Rachenabstrich
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium).
Materialentnahme:
Mit dem Watteende des Tupfers mehrmals in den Rachen streichen. Kontamination mit gesunder
Schleimhaut vermeiden.
Abstrich bei Angina Plaut-Vincenti:
Der Abstrichtupfer sollte in ein Transportmedium für Anaerobier gegeben werden. Außerdem sollte zur
Sicherung der Diagnose ein Grampräparat angefordert werden und die Verdachtsdiagnose auf dem
Antragsformular vermerkt werden.
Abstrich bei Epiglottitis:
Tupferabstriche dürfen nur unter laryngoskopischer oder bronchoskopischer Kontrolle entnommen
werden; bei eitrigen Infektionen besteht die Gefahr der Atemwegsobstruktion, stattdessen Entnahme
von Blutkulturen.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Rektalabstrich (MRSA-Screening)
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium).
Materialentnahme:
Mit dem Watteende des Tupfers mehrmals den Rektalbereich abstreichen.
Transport und Lagerung: :
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei 4°C (Kühlschrank).
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Urethralabstrich
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium), Universal-Abstrichtupfer mit
oranger Kappe (dünnere Tupfer).
Materialentnahme:
Der Abstrich sollte mindestens 1 h nach dem Wasserlassen abgenommen werden.
-
Hände desinfizieren und Einmalhandschuhe anziehen
-
mit dem Watteende des Tupfers in die Urethraöffnung streichen; dabei darauf achten, dass der
Tupfer nicht mit der Haut in Berührung kommt (Kontamination mit Hautflora)
-
Tupfer in Gefäß stecken und Gefäß verschließen.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT.
Besonderheiten:
Zum Nachweis folgender Keime müssen gesonderte Urethralabstriche abgenommen und in
speziellen Transportmedien verschickt werden.
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-
Neisseria gonorrhoeae
Ausstreichen auf Thayer-Martin-Agar oder Spezial-Agarplatte unmittelbar nach der Entnahme
Transport ohne Transportmedium (TM) nicht möglich, Lagerung in TM bis zu 24 h bei RT
-
Chlamydia trachomatis (nativer Abstrich für LCX-PCR)
Transport ohne TM ≤ 2 h bei RT, in TM Lagerung bis zu 24 h bei 4°C
-
Mycoplasma hominis und Ureaplasma urealyticum
Transport in Transportmedium (TM) für anspruchsvoll wachsende Keime
Transport ohne TM ≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, bis zu 24 h bei 4°C
-
Gardnerella vaginalis und Anaerobier
Transport ohne TM ≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Vaginalabstrich
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium).
Materialentnahme:
Einweghandschuhe anziehen, Vagina mit den Fingern etwas spreizen, mit dem Watteende des
Tupfers in die Vagina streichen, Kontamination mit der physiologischen Vaginalflora vermeiden.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Wundabstrich
Lokalisation bitte genau angeben! Ferner Angabe, ob es sich um eine oberflächliche oder tiefe Wunde
bzw. um einen intraoperativ entnommenen Wundabstrich handelt. Abstriche tiefer und oberflächlicher
Wunden werden im Labor mit unterschiedlichen Methoden bearbeitet!
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium).
Materialentnahme:
-
Wundränder desinfizieren
-
oberflächlich Schorf abheben, ggf. Wundgrund kürettieren
-
evtl. vorhandenes Exsudat mit steriler Spritze aspirieren oder mit sterilem Abstrichtupfer
entnehmen.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT.
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Zervikalabstrich
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (enthält Transportmedium).
Materialentnahme:
Für die Entnahme von Zervixsekret müssen Kontaminationen durch Vaginalsekret (SpekulumEinstellung) vermieden werden.
-
Hände desinfizieren und Einmalhandschuhe anziehen
-
Vagina mit den Fingern leicht spreizen, Spekulum einführen
-
mit dem Watteende des Tupfers in die Öffnung des Zervixkanals streichen; dabei darauf achten,
dass der Tupfer nicht mit der Schleimhaut der Vagina in Berührung kommt (Kontamination mit
Vaginalflora), Tupfer in Gefäß stecken und versenden.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT.
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---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
1.2.2 Materialien aus den Atemwegen
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Broncho-alveoläre Lavage (BAL)
Bronchialsekret
Sputum
Induziertes Sputum
Magensaft
Rachenspülwasser
Trachealsekret
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Broncho-alveoläre Lavage (BAL)
Die BAL ist das geeignetste Material für die Diagnostik der Pneumonie und gilt als beste Methode zum
Nachweis alveolärer oder in den terminalen Bronchioli ablaufenden Infektionen. Es werden alle
ätiologisch bedeutsamen Keime quantitativ erfasst; das Risiko einer Kontamination mit Keimen der
Normalflora ist mit dieser Methode am geringsten; weiterhin kann die Kontaminationsrate durch
Verwerfen der ersten Sekretportion gesenkt werden. Die BAL wird im Labor quantitativ angelegt.
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Deckel.
Materialentnahme:
Die BAL wird durch Spülung des distal der Bronchusspitze gelegenen Bronchialsystems und des
Alveolarraumes mit dem Bronchoskop durchgeführt.
Vorbereitung des Patienten, Bronchoskop in Subsubsegment-Bronchus einbringen, Alveolarraum mit
20-50 ml steriler physiologischer Kochsalzlösung spülen, das NaCl wieder mit dem Bronchoskop
aspirieren und in das Probegefäß bringen.
Untersuchungsmenge:
Das Untersuchungsvolumen sollte ≥ 30 ml sein.
Transport und Lagerung:
- ≤ 2 h bei RT, ist dies nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT
- Materialien zur Untersuchung auf Tuberkulose oder für die PCR Lagerung bis zu 24 h bei 4°C
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Bronchialsekret
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Deckel
Materialentnahme:
Bronchialsekret wird während der Bronchoskopie durch direkte Absaugung (ohne Spülung) aus den
Bronchien gewonnen. Das Sekret wird aspiriert und in das Probengefäß überführt.
Untersuchungsmenge:
Das Untersuchungsvolumen sollte ≥ 1 ml sein.
Transport und Lagerung:
- ≤ 2 h bei RT, ist dies nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT
- Materialien zur Untersuchung auf Tuberkulose oder für die PCR Lagerung bis zu 24 h bei 4°C
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Seite 29 von 281
Sputum
Es sollte nur eitriges Sputum eingesandt werden. Zur Beurteilung der Qualität wird jedes Sputum
mikroskopisch untersucht. Die Anzahl der Plattenepithelzellen und Granulozyten gibt Auskunft über
die Eignung der Probe; gut geeignete Sputumproben enthalten mehr als 25 Granulozyten und
weniger als 10 Epithelzellen pro Gesichtsfeld. Ein erhöhter Anteil an Plattenepithelien spricht für
Speichel.
Zellarmes Sputum (keine Granulozyten und Plattenepithelien) kann bei Pneumonien durch sog.
atypische Erreger, Mykobakterien oder Aspergillen, bei Patienten mit Immunsuppression (Fehlen einer
entzündlichen Reaktion) und bei CF-Patienten auftreten.
Probengefäße:
Sputumröhrchen
Materialentnahme:
-
Mundspülung mit Wasser zur Reduktion der apathogenen Keime der Normalflora
-
tief aus- und einatmen; nach jedem Einatmen den Atem für 3 - 5 Sekunden anhalten, diesen Vorgang mehrmals wiederholen (durch die Atemarbeit wird die Lunge gut entfaltet und die Produktion
von Sputum angeregt, zum Schluss tief Luft holen und Sputum abhusten
bei V. a. eine Tuberkulose sollte das Abhusten zur Gewinnung einer möglichst großen Probenmenge
2 - 3 x wiederholt werden
bei V. a. auf atypische Mykobakterien (NTM) Mundspülung mit physiologischer Kochsalzlösung
durchführen, um eine Kontamination mit den im Leitungswasser vorkommenden Mykobakterien zu
vermeiden
-
das gewonnene Sputum sollte in einem sterilen Sputumröhrchen aufgefangen werden.
Besonderheiten:
Am besten geeignet ist frisches Morgensputum, das vor der ersten Mahlzeit gewonnen wird!
Sammelsputen über 24 h sind unbrauchbar!
-
bei chronisch bakteriellen Prozessen und bei V. a. eine Lungenmykose oder auf eine Legionellose
Abnahme von Sputumproben (besser BALs) an mehreren aufeinanderfolgenden Tagen, ggf. in 2bis 3-tägigen Intervallen
-
gelingt die Gewinnung von Sputum nicht, Gewinnung von induziertem Sputum
-
bei Kindern sind auch Rachenabstriche möglich
-
bei V. a. eine Pneumonie Blutkulturen abnehmen!
Transport und Lagerung:
- ≤ 2 h bei RT, ist dies nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT
- Materialien zur Untersuchung auf Tuberkulose oder für die PCR Lagerung bis zu 24 h bei 4°C
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Induziertes Sputum
Probengefäße:
Sputumröhrchen
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Materialentnahme:
-
Mundspülung mit Wasser
Inhalation von 25 ml 3-10%iger Kochsalzlösung (37°C - 40°C) im Ultraschallvernebler (cave
Infektionsgefahr!) über ca. 20 min
-
Abhusten von Sekret aus den tiefen Atemwegen innerhalb von 30 min nach der Inhalation
-
Überführen des Sekretes in ein steriles Weithalsgefäß.
Untersuchungsmenge:
Das Untersuchungsvolumen sollte ≥ 1 ml sein.
Transport und Lagerung:
- ≤ 2 h bei RT, ist dies nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT
- Materialien zur Untersuchung auf Tuberkulose oder für die PCR Lagerung bis zu 24 h bei 4°C
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Magensaft
Die Einsendung von Magensaft dient zur Diagnose der Tuberkulose. Zur Erhöhung der
Sensitivität sollte die Untersuchung an drei aufeinanderfolgenden Tagen durchgeführt werden.
Probengefäße:
Steriles Magensaft-Röhrchen mit Natriumphosphatlösung (Anforderung unter Tel.: 201 46918).
Materialentnahme:
-
Hygienische Händedesinfektion und Verwendung von Einmalhandschuhen
-
Einführen der Sonde in ein Nasenloch
-
vorsichtiges Vorschieben der Sonde
-
den Patient schlucken lassen und gleichzeitig die Sonde zügig vorschieben (ca. 50 cm)
-
mit einer sterilen Spritze ca. 2 ml Magensaft aspirieren
-
Überführen des Magensekretes in das Magensaft-Röhrchen
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, ≤ 24 h bei 4°C; Materialien zur Untersuchung auf Tuberkulose oder für die PCR müssen
bei 4° im Kühlschrank gelagert werden.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Rachenspülwasser
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss
Materialentnahme:
-
Mund mit physiologischer Kochsalzlösung ausspülen
-
Gurgeln mit 10 ml physiologischer Kochsalzlösung
-
Gurgelflüssigkeit in Sputumröhrchen überführen und schnell versenden.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, ≤ 24 h bei 4°C.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Trachealsekret
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Deckel
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Materialentnahme:
Trachealsekret wird bei intubierten Patienten oder bei tracheotomierten Patienten durch Absaugung
mit zwischengeschaltetem Auffanggefäß entnommen. Falls genügend Material vorhanden ist, sollte
die erste Portion verworfen werden.
Bei Frühgeborenen und Säuglingen ist auch die Entnahme mit sterilen Spritzen möglich.
Untersuchungsmenge:
Das Untersuchungsvolumen sollte ≥ 1 ml sein.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, ≤ 24 h bei 4°C; Materialien zur Untersuchung auf Tuberkulose oder für die PCR müssen
bei 4°C im Kühlschrank gelagert werden.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
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1.2.3 Biopsien
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Hautbiopsie
Organbiopsie
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Hautbiopsien
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Materialentnahme:
Hautdesinfektion, sterile Handschuhe anziehen, Biopsie nach den Leitlinien der Klinik durchführen,
Biopsat in Probegefäß überführen und darauf achten, dass es ganz mit NaCl bedeckt ist.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Organbiopsien (Hirnbiopsie)
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Materialentnahme:
Hautdesinfektion, sterile Handschuhe anziehen, Biopsie nach den Leitlinien der Neurochirurgischen
Klinik durchführen, Biopsat in Probegefäß überführen und darauf achten, dass es ganz mit NaCl
bedeckt ist.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, eine Lagerung ist nicht möglich.
Außerhalb der Dienstzeiten ist der Dienstarzt des Instituts für Mikrobiologie zu benachrichtigen
(Diensttelefon: 0172-6633567)!
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
1.2.4 Blut/Stammzellen
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Blutkulturen / Stammzellen
EDTA-Blut
Nativblut
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Blutkulturen
Probengefäße:
Blutkulturflaschen BacT/ALERT FA (aerobe Flasche), BacT/ALERT FN (anaerobe Flasche),
BacT/ALERT PK (Kinder) der Firma bioMérieux.
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Zeitpunkt der Abnahme von Blutkulturen:
-
möglichst frühzeitig im Fieberanstieg (größte Keimdichte bei ständiger Anwesenheit der
Erreger im Blut etwa eine Stunde vor dem Fieberanstieg; auf dem Höhepunkt des Fiebers sind
die Erreger häufig nicht mehr nachweisbar)
-
vor Beginn einer antibiotischen Therapie
-
bei der Blutabnahme unter einer antibiotischen Therapie empfiehlt sich die Abnahme vor
einer erneuten Antibiotika-Applikation (Zeitpunkt der niedrigsten Antibiotikaspiegel)
-
bei Fieber mit Continua mehrere Abnahmen im Abstand von mindestens 15 min; in
Ausnahmefällen alle 3 Blutkulturen innerhalb von 30 min abnehmen!
-
bei neutropenischen Patienten und immunsupprimierten Kindern ist es sinnvoll, die Entnahme
von einer bestimmten Fieberhöhe, z. B. 38,5°C, abhängig zu machen.
Entnahmetechnik:
-
üblicherweise durch Punktion einer peripheren Vene
-
über einen intravasalen Katheter bei Verdacht auf eine Katheter-assoziierte Infektion (erhöhte
Kontaminationsgefahr, daher nicht als Routinemethode empfohlen);
bei Abnahme aus dem ZVK 2 Blutkulturpaare (aus ZVK und peripher) einsenden
-
bei Neugeborenen kann während der ersten Lebensstunden auch die Entnahme über einen
Nabelarterienkatheter sinnvoll sein.
-
bei V. a. Fungämie kein Vorteil durch Abnahme von arteriellem Blut.
-
Entnahme von Stammzellen ist der Station und den behandelnden Ärzten bekannt.
Abnahme (Blutkulturen/Stammzellen):
-
Händedesinfektion, Blutentnahme mit sterilen Einmalhandschuhen
-
Hautdesinfektion der Punktionsstelle mit 70% Ethanol (Einwirkungszeit mind. 2 min, alternativ
bis zur Trocknung des Ethanols.
-
danach erneute Hautdesinfektion mit 70% Ethanol (konzentrisch vom Zentrum der zu
desinfizierenden Fläche nach außen) mittels sterilem Tupfer; eine nochmalige Palpation der
Punktionsstelle sollte vermieden werden.
-
Wechsel der Kanüle nach einer Fehlpunktion.
Anzahl der Blutkulturflaschen:
-
bei Sepsis 3 Blutkulturpaare (je 3 aerobe und anaerobe Flaschen) innerhalb von 10 min; die
Abnahme einer größeren Zahl verbessert die Ausbeute nicht.
-
bei akuter Endokarditis in rascher Folge Abnahme von 3 Paaren in 1-2 h
-
bei subakuter Endokarditis Abnahme von 3 Paaren innerhalb von 24 h
-
bei Fieber unklarer Genese 3 Blutkulturpaare in 24 h, wenn negativ, Abnahme von weiteren
3 Paaren in 24 h.
Beimpfen der Blutkulturflaschen:
Nach Entfernen der Schutzkappen muss der darunterliegende Gummi mit Ethanol desinfiziert werden
(Einwirkzeiten beachten!). Die Beimpfung der Flaschen muss zur Reduktion der Kontaminationsrate
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mit einer neuen, ausgetauschten Kanüle erfolgen. Das Blut wird auf zwei Kultursysteme (aerobe und
anaerobe Keime) verteilt. Reicht die entnommene Blutmenge nur für ein System aus, so sollte der
aeroben Blutkulturflasche der Vorrang gegeben werden. Für Stammzellen wird nur eine
Blutkulturflasche beimpft.
Zuerst die anaeroben, dann die aeroben Flaschen beimpfen! Die Belüftung der aeroben
Blutkulturflaschen ist bei den neuen Blutkultursystemen nicht mehr notwendig.
Blutvolumen/Stammzellvolumen:
Das Verhältnis von Blut und Kulturmedium sollte etwa 1:5 bis 1:10 sein (Neutralisation der
bakteriziden Wirkung des Serums):
Erwachsene:
10 - 12 ml (je 5 – 6 ml für eine aerobe und anaerobe Flasche)
Kleinkinder:
3 - 4 ml (je 2 ml für eine aerobe und anaerobe Flasche für Kinder)
Säuglinge:
1 - 2 ml (je 1 ml in eine aerobe und anaerobe Flasche für Kinder)
Frühgeborene:
0,5 ml (nur aerobe Flasche)
Stammzellen:
größtmögliche Menge (Entscheidung durch den zuständigen Arzt der
Transfusionsmedizin)
Lagerung und Transport:
≤ 2 h gegen Abkühlung geschützt, falls das nicht möglich, Lagerung bis zu 18 h bei RT (keine
Inkubation im Brutschrank!!)
Versehentlich vorinkubierte Flaschen werden im Labor besonders bearbeitet, um ein positives
Ergebnis zu gewährleisten. Es muss daher auf dem Antragsformular vermerkt werden, ob und
wie lange Blutkulturflaschen vorinkubiert wurden.
Dauer der Untersuchung:
Nach Positivmeldung der Flasche durch das BactAlert-Gerät, Erstablesung der Kulturen nach 12 - 24
h, Differenzierung und Erstellung des Antibiogramms der isolierten Keime erfolgt nach 48 - 72 h,
Normbebrütungszeit der Flaschen in der Regel 7 Tage (wenn keine Positivmeldung erfolgte), bei V. a.
langsam wachsende Mikroorganismen 21 Tage, bei Stammzellen 14 Tage.
Bei mikroskopischem oder kulturellem Nachweis von Mikroorganismen aus Blutkulturen
(Stammzellen) wird der Einsender sofort telefonisch benachrichtigt!
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EDTA-Blut
Probengefäße:
EDTA-Blutröhrchen
Materialentnahme:
-
Händedesinfektion, Blutentnahme mit sterilen Einmalhandschuhen
-
Hautdesinfektion der Punktionsstelle mit 70% Ethanol (Einwirkungszeit mind. 2 min, alternativ
bis zur Trocknung des Ethanols.
-
danach erneute Hautdesinfektion mit 70% Ethanol (konzentrisch vom Zentrum der zu
desinfizierenden Fläche nach außen) mittels sterilem Tupfer; eine nochmalige Palpation der
Punktionsstelle sollte vermieden werden.
-
Wechsel der Kanüle nach einer Fehlpunktion.
Transport und Lagerung:
Bei Raumtemperatur bis zu 24 h
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Nativblut
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen, konisch mit rotem Schraubverschluss.
Abnahme und Blutvolumen
Entnahme von Blut mit steriler Kanüle aus der Vene oder aus einem liegenden venösen Katheter.
Lagerung und Transport
bei Raumtemperatur bis zu 24 h.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
1.2.5 Fremdkörper
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Drainagespitze
Katheterspitze
Herzklappe
Kontaktlinsen
Intrauterinpessar (Spirale)
Herzschrittmacher
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Drainagespitze
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Materialentnahme:
Einweghandschuhe
anziehen,
Drainageschlauch
aus
der Wunde des
Patienten
vorsichtig
herausziehen, so dass die Spitze nicht die Umgebung berührt, Drainagespitze mit einer sterilen
Schere abschneiden und in ein steriles Gefäß überführen.
Transport und Lagerung:
bei Raumtemperatur bis zu 24 h.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
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Herzklappe
Probengefäße:
Weithalsgefäße mit Herzklappenbouillon (Anforderung unter Tel. 201-46918).
Materialentnahme:
Herzklappe intraoperativ entnehmen und in das Transportgefäß überführen.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Intrauterinpessar (Spirale)
Probengefäße:
Weithalsgefäße mit ca. 20 ml Ringerlösung füllen (NaCl beeinträchtigt den Nachweis von
Aktinomyzeten).
Materialentnahme:
Intrauterinpessare unter sterilen Bedingungen entnehmen und in das Transportgefäß überführen.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Katheterspitze
Probengefäße:
Erwachsene: Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss
Frühgeborene: Brain-Heart-Infusion-Medium (Anforderung unter Tel.: 201-46918)
Materialentnahme:
-
Einmalhandschuhe anziehen
-
Katheter mit einer sterilen Pinzette vorsichtig ziehen; dabei darauf achten, dass die Spitze nicht
mit unsterilem Material in Kontakt kommt
-
Transportgefäß öffnen
-
Katheterspitze (4-6cm) mit einer sterilen Schere vorsichtig abschneiden und in das Gefäß fallen
lassen
-
Transportgefäß verschließen.
Lagerung und Transport:
Erwachsene:
≤ 1 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bei 4°C bis zu 24 h (optimal 2 h)
Frühgeborene: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 37°C (Brutschrank).
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Kontaktlinsen
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauer Verschlusskappe.
Materialentnahme:
-
Hände sorgfältig desinfizieren
-
Transportgefäß vorbereiten und mit wenig steriler Kochsalzlösung füllen
-
Kontaktlinse aus dem Auge entfernen und vorsichtig in das Transportgefäß fallen lassen
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Lagerung und Transport:
≤ 2 bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
Bei V. a. Acanthamöben-Infektion ≤ 1 h bei RT, eine Lagerung ist nicht möglich!
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Herzschrittmacher
Probengefäße:
Weithalsgefäße mit ca. 20 ml Ringerlösung füllen oder Weithalsgefäße mit Thioglykolatlösung
(Anforderung unter Tel. 201-46918) verwenden.
Materialentnahme:
Schrittmacherdraht unter sterilen Bedingungen entnehmen und in das Transportgefäß überführen.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
1.2.6 Haut und Nägel
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Hautbiopsien
Hautabstriche
Hautgeschabsel, Hautschuppen, Nagelspäne
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Hautbiopsien
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Materialentnahme:
Hautdesinfektion, sterile Handschuhe anziehen, Biopsie nach den Leitlinien der Klinik durchführen,
Biopsat in Probegefäß überführen und darauf achten, dass es ganz mit NaCl bedeckt ist.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Hautabstriche
Hautabstriche sind nur bei offenen Wunden sinnvoll. Eine Kontamination der Untersuchungsprobe mit
physiologischer Hautflora ist meist unvermeidlich.
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe.
Materialentnahme:
Tupfer entnehmen und mehrfach über das betroffene Hautareal streichen, Tupfer in das
Transportmedium geben und verschließen.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Seite 38 von 281
Hautgeschabsel, Hautschuppen, Nagelspäne
Probengefäße:
Universal-Probengefäß mit blauem Schraubverschluss.
Materialentnahme:
-
verdächtige Hautstellen mit Alkohol vorsichtig desinfizieren
-
danach Hornhautgeschabsel, Nagelspäne oder Hautschuppen vom entzündlichen Randwall
abkratzen
in ein trockenes Gefäß überführen, ggf. Zusatz von wenig NaCl
-
Lagerung und Transport
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
1.2.7 Liquor
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Probengefäße:
Universal-Röhrchen aus Kunststoff mit blauem Schraubdeckelverschluss.
Zeitpunkt der Lumbalpunktion:
-
bei akuten Entzündungen vor Beginn der antibiotischen Therapie
-
Ist eine Lumbalpunktion nicht möglich, sollte auf jeden Fall eine Blutkultur entnommen werden
(90% der bakteriellen Meningitiden laufen im Rahmen einer Bakteriämie oder Sepsis ab)
Kontrollpunktion:
nach 12 - 48 Stunden bei:
-
Einsenden einer zu geringen Liquormenge (z. B. bei Verdacht auf Tuberkulose)
-
bei zweifelhaftem oder ungewöhnlichen Initialbefund
-
beim Nachweis von resistenten Erregern oder von Keimen mit einer ungewöhnlichen Resistenz
(Kontrolle)
-
bei klinischer Verschlechterung des Krankheitszustandes trotz adäquater Therapie
-
in Ausnahmefällen zur Beurteilung der Effizienz der Therapie.
Materialentnahme:
Es sollte nach Möglichkeit kein blutiger Liquor eingesetzt werden. Die Entnahme erfolgt
üblicherweise durch Lumbalpunktion, selten durch Ventrikel- oder Subokzipitalpunktion, in
Sonderfällen aus Ableitungssystemen (Shuntliquor):
-
Hygienische Händedesinfektion
-
Mundschutz (notwendig für Untersuchungen mittels PCR) und sterile Einmalhandschuhe
-
Reinigung und Hautdesinfektion der Punktionsstelle (L4/5 oder L3/4) mit 70% Ethanol
(konzentrisches Auftragen, Einwirkzeit 2 min)
-
nach der Punktion Entfernung von evtl. PVP-Jod-Resten mittels Äthanol getränktem Tupfer
-
Abdecken der Punktionsstelle mit einem sterilem Verbandsmaterial.
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Liquorvolumen:
Wenn möglich, sollten immer die vorgeschriebenen Mindestmengen eingesandt werden. Nur so ist mit
einem positiven Untersuchungsergebnis zu rechnen! Falls nur wenig Liquor zur Verfügung steht,
sollten Prioritäten für den Nachweis der mit größter Wahrscheinlichkeit in Frage kommenden Erreger
gesetzt werden.
Mindestvolumen:
- Bakterien
≥ 1 ml
- Pilze
≥ 2 ml
- Parasiten
≥ 5 ml
- Mykobakterien
≥ 5 ml, besser 10 – 15 ml (je 5 ml für Mikroskopie, Kultur und PCR);
Besonderheiten:
Bei negativer Mikroskopie und bestehendem Verdacht auf eine tuberkulöse Meningitis, sollte erneut
Liquor gewonnen und mindestens 15 ml (falls möglich, sonst soviel wie möglich!) für die Kultur
verarbeitet werden. Ist nur wenig Liquor vorhanden, so ist der Kultur der Vorrang zu geben. Die Kultur
gilt nach wie vor als Goldstandard, sie hat die größte Sensitivität.
Lagerung und Transport:
-
V. a. bakterielle Meningitis:
≤ 2 h bei RT vor Licht geschützt, eine längere Lagerung ist nicht möglich!
> 2 h: ein Aliquot des Liquors in Blutkulturflachen einimpfen, dann Lagerung bis zu 24 h bei RT
-
bei Transport in Blutkulturflaschen sind folgende Untersuchungen nicht möglich:
mikroskopisches Präparat, Antigennachweis, quantitative Bestimmung der Erreger, Nachweis
von Viren und von Parasiten; es sollte daher auch nativer Liquor parallel eingesandt werden
-
V. a. Meningitis durch Viren, Parasiten oder Pilze:
Lagerung bis zu 24 h bei 4°C; bei V. a. Parasiten und Pilze Liquor nicht tieffrieren
-
DNA-Nachweis (PCR):
Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
Außerhalb der Dienstzeiten kann der Dienstarzt des Instituts für Mikrobiologie benachrichtigt werden
(Diensttelefon: 0172-6633567)!
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
1.2.8 Punktate
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Abszesspunktat
Knochenmark
Aszitespunktat
Perikardpunktat
Gelenkpunktat
Pleurapunktat
Kammerpunktat (Auge)
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Seite 40 von 281
Abszesspunktat
Probengefäße:
Universal-Röhrchen mit blauem Schraubverschluss, bei V. a. Anaerobier-Infektionen Port-A-CulMedium.
Materialentnahme:
-
Desinfektion der Hautareale
-
Punktion und Sekretaspiration mit einer sterilen Spritze unter aseptischen Bedingungen
-
bei Abszessspaltung vorher Material für die mikrobiologische Untersuchung durch Punktion
gewinnen, ggf. Inzision des Abszesses und Aufnahme des Abszessinhaltes in sterile Gefäße unter
aseptischen Bedingungen.
Lagerung und Transport:
Material ohne Transportmedium ≤ 2 h bei RT, eine Lagerung ist nicht möglich!
-
Nativmaterial im Transportmedium für Anaerobier bis zu 24 h bei RT
-
bei Transportverzögerungen Einimpfen der Materialien in Blutkulturflaschen
Lagerung bis zu 24 h bei RT
-
Abszessmaterial nicht einfrieren!
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Aszitespunktat
Probengefäße:
Universal-Röhrchen mit blauem Schraubverschluss, bei V. a. Anaerobier-Infektionen Port-A-CulMedium.
Materialentnahme:
Die Punktion erfolgt im linken Unterbauch nach Desinfektion der Einstichstelle unter Lokalanästhesie
(Leitlinien der Klinik beachten), Auffangen der Flüssigkeit in einem sterilen Gefäß und Überführen des
Aszites in das Untersuchungsröhrchen.
Lagerung und Transport:
Material ohne Transportmedium ≤ 2 h bei RT, eine Lagerung ist nicht möglich!
-
Nativmaterial im Transportmedium für Anaerobier bis zu 24 h bei RT
-
bei Transportverzögerungen Einimpfen der Materialien in Blutkulturflaschen
Lagerung bis zu 24 h bei RT
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Gelenkpunktat
Probengefäße:
- Universalröhrchen mit blauem Schraubverschluss.
Materialentnahme:
-
Desinfektion der Einstichstelle mit 70% Ethanol (Einwirkzeit 3 min, allenfalls orientierend bis zum
Trocknen des Alkohols)
-
streng aseptisches Vorgehen (Händedesinfektion, Einmalhandschuhe, Mundschutz)
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Untersuchungsvolumen:
Da in den meisten Fällen nicht mit einer hohen Keimzahl in Gelenkpunktaten etc. zu rechnen ist,
sollten möglichst große Mengen an Untersuchungsmaterial entnommen und eingesandt werden.
Lagerung und Transport:
-
≤ 2 h bei RT, eine längere Lagerung ist nicht möglich!
-
Material im Transportmedium (z. B. Thioglykolatbouillon): Lagerung bis zu 24 h bei RT
-
Verimpfung der Materialien in Blutkulturflaschen: Lagerung bis zu 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Kammerpunktat (Auge)
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss, Blutkulturflaschen.
Materialentnahme:
Intraoperative Entnahme
Lagerung und Transport:
-
Punktate im Probengefäß ≤ 1 h bei RT, eine längere Lagerung ist nicht möglich!
-
Punktate (i. d. R. sehr wenig) können in den Spritzen, mit denen sie entnommen wurden,
transportiert werden (ohne Kanüle, gut verschlossen) und sofort nach Abnahme in das Labor
gebracht werden
-
Spülflüssigkeit in Redon-Flaschen sammeln und ebenfalls schnell transportieren (≤ 1 h bei RT)
-
Ist der sofortige Transport nicht möglich, Verimpfen der Materialien in Blutkulturflaschen, dann
Lagerung bis zu 24 h bei RT.
Die Materialien dürfen nicht eingefroren werden und nur kurzzeitig bei 4°C aufbewahrt werden. Bei
Endophthalmitis sollte außerhalb der Dienstzeiten der zuständige Mikrobiologe verständigt werden
(Tel. Dienst-Handy 0172 - 6633567).
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
1.2.9 Knochenmark
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Probengefäße:
Sterile Spritze mit Schraubdeckel oder Blutkulturflaschen.
Materialentnahme:
Beckenkammpunktion und Sternalpunktion unter strengster Beachtung der Hygienevorschriften!
-
zur Punktion des hinteren Beckenkamms liegt der Patient in Seitenlage
-
gründliche Händedesinfektion, Anziehen steriler Handschuhe, Abdecken der Punktionsstelle mit
einem sterilen Tuch, Lokalanästhesie (Infiltration des Periosts unter Aspiration)
-
3-4 mm große Hautinzision mittels Skalpell, Vorschieben der Punktionsnadel unter druckvollen
Drehbewegungen senkrecht bis auf das Periost (Punktionsrichtung ist hinten 15° nach kaudal und
vorne 15° nach kranial)
-
nach Passieren der Kompakta Herausziehen des Obturators (enthält Knochenbiopsat für die
hämatologische Diagnostik) und Aspiration von Knochenmark mit einer sterilen Spritze (Vorlage
von EDTA zur Untersuchung von Parasiten)
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-
Entfernen der Nadel, Kompression der Punktionsstelle mit sterilen Tupfern, Anlage eines sterilen
Verbandes
-
Lagerung des Patienten auf einem Sandsack
-
Knochenmark in Blutkulturflaschen einimpfen oder nativ in der Spritze transportieren oder auf
Objektträger ausstreichen.
Lagerung und Transport:
-
≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport, Zwischenlagerung in Blutkulturflaschen (bis zu 24 h bei
RT) oder auf Objektträgern möglich.
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Perikardpunktat
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Schraubverschluss, Blutkulturflaschen.
Materialentnahme:
-
strengste Beachtung der Hygienevorschriften
-
Ortung des Ergusses mittels Echokardiographie
-
Lokalanästhesie der Punktionsstelle und Punktion unter sterilen Kautelen mit einer dicklumigen
Nadel mit aufgesetzter Spritze
-
Abnahme der Punktatflüssigkeit und Verteilen in die Probengefäße
-
Entfernen der Kanüle und Anlegen eines sterilen Verbandes
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, eine Zwischenlagerung ist nicht möglich, ggf. Material in Blutkulturflaschen einimpfen,
dann Lagerung bis zu 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Pleurapunktat
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Schraubverschluss, Blutkulturflaschen.
Materialentnahme:
-
Patient sitzt und stützt sich nach vorne auf, Pleurapunktat mit Ultraschall kontrollieren
-
großflächige Desinfektion der Punktionsstelle
-
Anlegen eines Mundschutzes und Anziehen steriler Handschuhe
-
Abdecken der Punktionsstelle mit sterilen Tüchern (Lochtuch), Lokalanästhesie
-
Punktion der Pleuraflüssigkeit
-
Abnahme von Pleuraflüssigkeit mit steriler Spritze und Auffangen im Probengefäß
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, eine Zwischenlagerung ist nicht möglich, ggf. Material in Blutkulturflaschen einimpfen,
dann Lagerung bis zu 24 h bei RT.
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1.2.10
Sekrete
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Bronchialsekret
Muttermilch
Dialysat
Prostatasekret
Drainagesekret
Sinussekret
Ejakulat
Trachealsekret
Gallensaft
Urethralsekret
Magensaft
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Bronchialsekret
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Deckel.
Materialentnahme:
Bronchialsekret wird während der Bronchoskopie durch direkte Absaugung (ohne Spülung) aus den
Bronchien gewonnen. Das Sekret wird aspiriert und in das Probengefäß überführt.
Untersuchungsmenge:
Das Untersuchungsvolumen sollte ≥ 1 ml sein.
Transport und Lagerung:
-
≤ 2 h bei RT, ist dies nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT (schlechtere Ausbeute infolge der
langen Lagerungszeit)
-
Proben zum Nachweis auf Mykobakterien oder Proben für die PCR: Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Dialysat
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss, Blutkulturflaschen.
Materialentnahme:
Händedesinfektion, Einmalhandschuhe anziehen, dann Entnahme der Probe während der Dialyse mit
einer sterilen Spritze, in das Transportgefäß überführen.
Transport und Lagerung:
CAP-Dialysaten sind hypertone Lösungen. Um ein Absterben oder eine Schädigung der
Mikroorganismen zu verhindern, müssen die CAP-Dialysate ordnungsgemäß transportiert werden:
≤ 2 h bei RT, eine Zwischenlagerung ist nicht möglich.
Bei längerem Transport Verimpfen des Dialysats in Blutkulturflaschen (5-10 ml), dann Lagerung bis zu
24 h bei RT.
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Drainagesekret
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss, Blutkulturflaschen, bei V. a. Infektionen durch
Anaerobier Verwendung von Port-A-Cul-Medium.
Materialentnahme:
Händedesinfektion, Einmalhandschuhe anziehen, Sekret aus dem Drain mit einer sterilen Spritze
abziehen und in das Transportgefäß überführen.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport Einimpfen der Flüssigkeit in Blutkulturflaschen, dann Lagerung
bis zu 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Ejakulat
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Materialentnahme:
- Hygienische Händedesinfektion durchführen und Einmalhandschuhe benutzen
- nach sorgfältiger Reinigung der Genitalien mit Wasser und Seife Probe in einem sterilen
Gefäß auffangen.
Lagerung und Transport:
Der Transport muss umgehend (≤ 2 h) bei Raumtemperatur erfolgen, eine Lagerung ist nicht möglich.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Gallensaft
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss, Blutkulturflaschen.
Bei V. a. Anaerobier-Infektion Port-A-Cul-Medium
Materialentnahme:
Endoskopische
oder
intraoperative
Materialgewinnung
bzw.
Materialgewinnung
aus
dem
Drainagesystem, Aspiration von Galle mit einer sterilen Spritze und Überführen in das Probengefäß.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport Einimpfen in Blutkulturflaschen, dann Lagerung bis zu 24 h bei
RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Magensaft
Die Einsendung von Magensaft dient zur Diagnose der Tuberkulose. Zur Erhöhung der Sensitivität
sollte die Untersuchung an drei aufeinanderfolgenden Tagen durchgeführt werden.
Probengefäße:
Magensaft-Röhrchen mit Natriumphosphatlösung (Anforderung unter Tel.: 201-46918)
Materialentnahme:
-
Hygienische Händedesinfektion und Verwendung von Einmalhandschuhen
-
Einführen der Sonde in ein Nasenloch
-
vorsichtiges Vorschieben der Sonde
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-
den Patient schlucken lassen und gleichzeitig die Sonde zügig vorschieben (ca. 50 cm)
-
mit einer sterilen Spritze ca. 2 ml Magensaft aspirieren
-
Überführen des Magensekretes in das Magensaft-Röhrchen
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport bis zu 24 h bei 4°C.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Muttermilch
Probengefäß:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Materialentnahme:
-
Händedesinfektion und gründliche Hautdesinfektion der Brustwarze
-
Entnahme von mindestens 2-10 ml Muttermilch mittels Saugpumpe oder durch Druck
-
Überführen der Muttermilch in das Transportgefäß.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Prostatasekret
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Materialentnahme:
-
Hygienische Händedesinfektion und Verwendung von Einmalhandschuhen
-
nach Reinigung der Harnröhrenmündung wird die Prostata vom Rektum aus massiert, das
ausfließende Exprimat in sterilem Gefäß auffangen
kleine Sekretmengen mit dem Abstrichtupfer aufnehmen und in das Transportmedium einbringen
-
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei Raumtemperatur, bei längerem Transport Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
Besonderheiten:
Zum Nachweis folgender Keime, müssen gesonderte Urethralabstriche abgenommen und in
speziellen Transportmedien verschickt werden.
-
Neisseria gonorrhoeae
Ausstreichen auf Thayer-Martin-Agar oder Spezial-Agarplatte unmittelbar nach der Entnahme
Transport ohne Transportmedium (TM) nicht möglich, Lagerung in TM bis zu 24 h bei RT
-
Chlamydia trachomatis (nativer Abstrich für LCX-PCR)
Transport ohne TM ≤ 2 h bei RT, in TM Lagerung bis zu 24 h bei 4°C
-
Mycoplasma hominis und Ureaplasma urealyticum
Transport in Transportmedium (TM) für anspruchsvoll wachsende Keime
Transport ohne TM ≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich ist, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C
-
Gardnerella vaginalis und Anaerobier
Transport ohne TM ≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich ist, Lagerung bis 24 h bei RT
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Sinussekret
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss, bei V. a. Infektionen durch Anaerobier Port-A-CulMedium
Materialentnahme:
Intraoperative Sekretgewinnung, Punktion der Nebenhöhlen und Aspiration von Sekret, Überführen
der Flüssigkeit in die Probengefäße.
Transport und Lagerung:
≤ 2 h bei Raumtemperatur, bei längerem Transport bis zu 24 h bei 4°C.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Trachealsekret
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Materialentnahme:
Trachealsekret wird bei intubierten Patienten oder bei tracheotomierten Patienten durch Absaugung
mit zwischengeschaltetem Auffanggefäß entnommen. Falls genügend Material vorhanden ist, sollte
die erste Portion verworfen werden. Bei Frühgeborenen und Säuglingen ist auch die Entnahme mit
sterilen Spritzen möglich.
Untersuchungsmenge:
Das Untersuchungsvolumen sollte ≥ 1 ml sein.
Transport:
-
≤ 2 h bei RT, ist dies nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT (schlechtere Ausbeute infolge der
langen Lagerungszeit)
-
Proben zum Nachweis auf Mykobakterien oder Proben für die PCR Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Urethralsekret
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Materialentnahme:
-
Hygienische Händedesinfektion und Verwendung von Einmalhandschuhen
-
nach Reinigung der Harnröhrenmündung mit Wasser und Seife wird die Harnröhre von hinten
nach vorne ausgestrichen
-
das ausfließende Exprimat auffangen oder bei kleinen Mengen das Sekret mit dem Abstrichtupfer
aufnehmen und in Transportmedium einbringen.
Transport und Lagerung
Abstriche: ≤ 2 h bei Raumtemperatur, ≤ 24 h bei 4°C.
Besonderheiten:
Zum Nachweis folgender Keime, müssen gesonderte Urethralabstriche abgenommen und in
speziellen Transportmedien verschickt werden.
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-
Neisseria gonorrhoeae
Ausstreichen auf Thayer-Martin-Agar oder Spezial-Agarplatte unmittelbar nach der Entnahme
Transport ohne Transportmedium (TM) nicht möglich, Lagerung in TM bis zu 24 h bei RT
-
Chlamydia trachomatis (nativer Abstrich für LCX-PCR)
Transport ohne TM ≤ 2 h bei RT, in TM Lagerung bis zu 24 h bei 4°C
-
Mycoplasma hominis und Ureaplasma urealyticum
Transport in Transportmedium (TM) für anspruchsvoll wachsende Keime
Transport ohne TM ≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich ist, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C
-
Gardnerella vaginalis und Anaerobier
Transport ohne TM ≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich ist, Lagerung bis 24 h bei RT
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---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
1.2.11
Gastrointestinaltrakt
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Duodenalsaft
Stuhl
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Duodenalsaft
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss, fest stehend.
Materialentnahme:
-
Hygienische Händedesinfektion und Verwendung von Einmalhandschuhen
-
Endoskopische Einführung eines Schlauches aus Gummi oder flexiblem Kunststoff in den
Zwölffingerdarm durch Mund oder Nase
-
nach erfolgter Einführung in den Magen (ca. 50-60 cm) folgt ein weiteres Vorschieben des
Schlauches bei Beckenhoch- und Rechtsseitenlage des Patienten (bis zur Marke 70- 80 cm)
-
nach Duodenalsondierung Aspiration von Duodenalsaft
Lagerung und Transport
≤ 24 h bei RT, ist dies nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Stuhl
Probengefäße:
Stuhlröhrchen mit Löffel.
Materialentnahme:
-
Stuhl in ein sauberes Gefäß entleeren
-
eine haselnussgroße Menge entnehmen, bei flüssigem Stuhl Röhrchen zur Hälfte füllen, blutige,
eitrige oder schleimige Anteile bevorzugen!
Transport und Lagerung:
V. a. pathogene Darmkeime:
≤ 24 h bei RT, in der warmen Jahreszeit ≤ 12 h, bei längerer Transportdauer bis zu 24 h bei 4°C
-
im Transportmedium (Stuart-Medium) bis zu 24 h bei RT.
Campylobacter:
-
≤ 4 h bei RT, bei längerem Transport bis zu 24 h im Transportmedium bei RT
Shigellen:
-
≤ 4 h bei RT, bei längerem Transport bis zu 24 h im Transportmedium bei RT
Cholera:
bei V. a. Cholera ist das Labor sofort telefonisch zu verständigen (Tel.: 203-46918), die Probe muss
schnellstens im Transportmittel (alkalisches Peptonwasser mit 1% NaCl) ins Labor gebracht werden
C. difficile:
kultureller Nachweis: ≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport bis zu 24 h bei 4°C
Toxinnachweis: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 48 h bei 4°C.
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--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
1.2.12
Harnwege
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Blasenpunktionsurin
Erststrahlurin
Dauerkatheterurin
Mittelstrahlurin
Einmalkatheterurin
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Blasenpunktionsurin
Durch suprapubische Aspiration von Blasenurin ist eine Kontamination der Probe nahezu
ausgeschlossen. Voraussetzung ist eine gut gefüllte Harnblase (ggf. sonographische Kontrolle).
Probengefäße:
Urinröhrchen, Urikult.
Materialentnahme:
-
Palpation und Perkussion der Harnblase, ggf. sonographische Beurteilung des Füllungsstandes;
eine suprapubische Punktion darf nur bei gefüllter Harnblase vorgenommen werden!
-
Desinfektion der Haut
-
Hygienische Händedesinfektion durchführen und Einmalhandschuhe anziehen
-
steriles Abdecken des Unterbauchs mittels Schlitztuch
-
2 Querfinger oberhalb der Symphyse streng in der Mittellinie wird mit einer 10 cm langen Nadel
die Infiltrationsanästhesie gesetzt, dann Vorschieben der Nadel bis in die Blase
-
Aspiration von Urin
-
Stichinzision der Haut mit einem Skalpell
-
Einführen des Punktionsbesteckes durch die Inzisionsstelle in die Blase
-
nach der Punktion wird ein Schlauch als Zystostomie belassen und die Punktionskanüle entfernt
-
Hautnaht und Fixation des Katheters, steriler Verband, Anschluss an ein geschlossenes
Harnableitungssystem
-
Urinportion im Probengefäß auffangen.
Transport und Lagerung:
Nativurin: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
Urikult: im Brutschrank bei 36°C bebrüten, bei sichtbarem Bakterienwachstum Urikult in die
Bakteriologie einsenden.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Dauerkatheterurin
Um eine Einschleppung von Mikroorganismen in das System zu vermeiden, erfordert die
Probenentnahme eine exakte Entnahmetechnik.
Bei der Abnahme von Dauerkatheterurin ist darauf zu achten, dass der Urin frisch gewonnen wird. Es
sollte kein Urin entnommen werden, der sich über einen längeren Zeitraum im Beutel befand, da im
Beutel eine Vermehrung der Keime stattfindet.
Probengefäße:
Urinröhrchen, Urikult.
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Materialentnahme:
-
hygienische Händedesinfektion durchführen und Einmalhandschuhe anziehen
-
Uringewinnung durch Punktion des Katheters nach sorgfältiger Desinfektion an der bereits für die
Punktion vorgesehenen Einstichstelle
-
bei länger liegendem Dauerkatheter gibt es folgende Indikationen zur Urinuntersuchung: bei
symptomatischen Patienten mit Fieber, bei interventionellen Eingriffen, z. B. bei Katheterwechsel.
Transport und Lagerung:
-
Nativurin: ≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
-
Urikult: Bebrütung im Brutschrank bei 36°C, bei sichtbarem Bakterienwachstum Einsendung in die
Bakteriologie.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Einmalkatheterurin
Eine transurethrale Katheterisierung kann routinemäßig nicht empfohlen werden. Wegen der Gefahr
der Keimeinschleppung sollte sie bei Männern oder Jungen zur diagnostischen Uringewinnung gar
nicht und bei Frauen oder Mädchen nur in Ausnahmefällen durchgeführt werden, z. B. wenn eine
MSU-Gewinnung oder eine Blasenpunktion nicht möglich sind.
Probengefäße:
Urinröhrchen, Urikult.
Materialentnahme:
Hygienische Händedesinfektion, sterile Unterlage ausbreiten, Übergießen der sterilen Tupfer mit
Desinfektionsmittel, nach ausreichender Blasenfüllung wird das Orificium urethrae wie oben
beschrieben gereinigt und die Umgebung sorgfältig mit einer Desinfektionslösung desinfiziert:
Frauen
-
bei der Frau wird der letzte Tupfer in den Vaginaleingang gelegt
-
danach wird unter aseptischen Bedingungen der Katheter ca. 5 cm in die Urethra eingeführt;
sobald Urin läuft, Katheter nicht mehr weiter schieben!
-
nach Einführen des Katheters wird die erste Urinprobe verworfen, dann wird der Urin in einem
sterilen Behälter aufgefangen
Männer
-
beim Mann erfolgt zunächst die Applikation eines Lokalanästhetikum-haltigen Gleitmittels mit einer
sterilen Spritze in die Urethraöffnung
-
Einführen des Katheters mit einer sterilen Pinzette etwa 10 cm bis der Urin fließt
-
am Schluss Katheter durch leichten Zug entfernen
Transport und Lagerung:
-
Nativurin: ≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
-
Urikult: Bebrütung im Brutschrank bei 36°C, bei sichtbarem Bakterienwachstum Einsendung in die
Bakteriologie.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
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Erststrahlurin
Probengefäße:
Urinröhrchen, Urikult.
Materialentnahme:
Frauen:
-
Unterwäsche ausziehen, Hände mit Wasser und Seife waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen
-
mit einer Hand Labien spreizen
-
mit der anderen Hand Vulva mittels eines mit Leitungswasser angefeuchteten Tupfers durch
Wischen von vorne nach hinten reinigen, mit einem zweiten Tupfer nachreinigen und
Harnröhrenöffnung mit einem dritten Tupfer nachtrocknen
-
um Harnrückfluss und damit mögliche Verunreinigung durch Fluor zu verhindern, den dritten
Tupfer in den Introitus vaginae einlegen
-
erste Urinprobe (ca. 50 ml) gewinnen und in Probengefäß überführen.
Männer:
-
Hände mit Wasser und Seife waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen
-
Vorhaut mit einer Hand zurückstreifen; Glans penis mit der anderen Hand mittels eines mit
Leitungswasser angefeuchteten Tupfers reinigen, mit zweitem Tupfer nachreinigen und
Harnröhrenöffnung mit einem dritten Tupfer trocknen
-
erste Urinprobe (ca. 50 ml) gewinnen und in Probengefäß überführen.
Transport und Lagerung:
-
Nativurin: ≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
-
Urikult: Bebrütung im Brutschrank bei 36°C, bei sichtbarem Bakterienwachstum Einsendung in die
Bakteriologie
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Mittelstrahlurin (MSU)
Mittel der Wahl für die Uringewinnung ist die Gewinnung von Mittelstrahlurin (MSU), da es dabei zu
keiner Beeinträchtigung der Patienten kommt. Bei Kindern wird die Gewinnung von MSU etwa ab dem
4. Lebensjahr empfohlen, wenn keine Balanitis oder Vulvitis vorliegt. Bei den Fällen, bei denen keine
eindeutigen Befunde mittels MSU-Proben zu gewinnen sind oder die Gewinnung von MSU nicht
möglich ist sowie bei Kindern unter 3 Jahren, müssen andere Verfahren angewandt werden.
Am besten geeignet zur Untersuchung ist der Morgenurin. Im Idealfall sollte zwischen der Gewinnung
der Urinprobe und der letzten Miktion mindestens 3 h liegen. Bei einer vorliegenden Pollakisurie ist
dies allerdings nicht möglich. Die Urinentnahme sollte vor Beginn einer antibiotischen Therapie
erfolgen. Bei positivem Hemmstofftest (Nachweis von antibiotischer Aktivität im Urin) muss die
Urinuntersuchung nach Absetzen der Antibiotika wiederholt werden. Bei der Therapie mit Chinolonen
oder Aminoglykosiden ist ein therapiefreies Intervall von 5 Tagen, bei den übrigen Antibiotika von 3
Tagen einzuhalten.
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Probengefäße:
Urinröhrchen, Urikult.
Materialentnahme:
Die Entnahme von Mittelstrahlurin sollte zur Vermeidung von Kontaminationen sehr sorgfältig
durchgeführt werden.
Frauen:
-
Unterwäsche ausziehen, Hände mit Wasser und Seife waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen
-
mit einer Hand Labien spreizen
-
mit der anderen Hand Vulva mittels eines mit Leitungswasser angefeuchteten Tupfers durch
Wischen von vorne nach hinten reinigen, mit einem zweiten Tupfer nachreinigen und
Harnröhrenöffnung mit einem dritten Tupfer nachtrocknen
-
um Harnrückfluss und damit mögliche Verunreinigung durch Fluor zu verhindern, den dritten
Tupfer in den Introitus vaginae einlegen
-
erste Urinprobe (ca. 50 ml) verwerfen, und ohne den Harnstrahl zu unterbrechen, Urinprobe ( 5
ml) in einem Einwegbecher mit einem weiten Lumen auffangen
-
Beschriften des Gefäßes und bis zum Transport in den Kühlschrank stellen
Männer:
-
Hände mit Wasser und Seife waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen
-
Vorhaut mit einer Hand zurückstreifen; Glans penis mit der anderen Hand mittels eines mit
Leitungswasser angefeuchteten Tupfers reinigen, mit zweitem Tupfer nachreinigen und
Harnröhrenöffnung mit einem dritten Tupfer trocknen
-
erste Urinprobe (ca. 50 ml) verwerfen und, ohne den Harnstrahl zu unterbrechen, Urinprobe ( 5
ml) im sterilen Einwegbecher auffangen
-
Beschriften des Gefäßes und bis zum Transport in den Kühlschrank stellen
Transport und Lagerung:
-
Nativurin: ≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
-
Urikult: Bebrütung im Brutschrank bei 36°C, bei sichtbarem Bakterienwachstum Einsendung in die
Bakteriologie
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Seite 53 von 281
1.3 Diagnostik von Infektionskrankheiten
1.3.1 Sepsis / Endokarditis / Kardiovaskuläre Infektionen
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Sepsis
1.3.1.1
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.1.1.1
Erregerspektrum:
Die häufigsten Sepsiserreger sind je nach der Infektionsquelle (Pneumonie, Urosepsis usw.)
Enterobacteriaceae (z.B. E. coli, Klebsiellen), Staphylokokken, Streptokokken und Pneumokokken.
Bei Infektionen des Gastrointestinaltraktes oder chirurgischen Eingriffen am Abdomen können auch
anaerobe Bakterien eine Rolle spielen. Infektionen durch Pilze gewinnen eine zunehmende
Bedeutung. Das Erregerspektrum der häufigsten Sepsiserreger ist in Tabelle1 aufgelistet.
1.3.1.1.2
-
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
V. a. Sepsis, septischer Schock, V. a. Bakteriämie, Fungämie, bei Fieber unklarer Genese (FUO;
fever of unknown origin).
-
bei Meningitis, Pneumonie, Pyelonephritis, Osteomyelitis, eitriger Arthritis, Epiglottitis, Omphalitis
bei Neugeborenen, Infektionen der Weichgewebe wie Abszesse und Phlegmone oder Infektionen
des Gastrointestinaltraktes, da diese Infektionen häufige Infektionsquellen für die Sepsis
darstellen. Daher sollten bei diesen Erkrankungen neben den Kulturen von Liquor, Sputum, Urin,
Wundabstrichen und Punktaten auch Blutkulturen entnommen werden.
Bei Erregerwechsel oder Fungämie ist auch eine unter antibiotischer Therapie entnommene
Blutkultur sinnvoll.
1.3.1.1.3
Untersuchungsmethode:
-
Erregernachweis aus Blut, Resistenzbestimmung der isolierten Erreger
-
in Einzelfällen DNA-Nachweis mittels PCR (universelle PCR, wenn möglich gezielte PCR,
z.B. bei V. a. Meningokokken (siehe Tabelle 1)
1.3.1.1.4
Untersuchungsmaterial:
Blutkulturen, selten Nativblut oder Knochenmark
1.3.1.1.4.1
Blutkulturen:
Siehe Kapitel 1.2.4: Untersuchungsmaterialien – Blut.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, falls das nicht möglich ist, Lagerung bis zu 24 h bei RT.
Interpretation:
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Nicht alle positiven Blutkulturen sind klinisch relevant; in etwa 2 - 3% der Fälle liegt eine
abnahmebedingte Kontamination durch Hautflora vor. Hinweis für die klinische Relevanz des
nachgewiesenen Erregers in der Blutkultur gibt der Erregernachweis in mehreren
Blutkulturflaschen
oder
der
Nachweis
desselben
Erregers
aus
anderen
Untersuchungsmaterialien, z. B. Urin.
Zu den häufigen Kontaminanten von Blutkulturen zählen:
-
koagulasenegative Staphylokokken (meist Staphylococcus epidermidis)
-
Korynebakterien (Achtung: Corynebacterium jeikeium bei Patienten mit Malignomen!)
-
aerobe apathogene Sporenbildner
-
Propionibakterien (anaerobe Hautflora)
-
α- oder nicht-hämolysierende Streptokokken (Achtung: können Erreger einer
subakuten Endokarditis oder Sepsis bei Neutropenie sein!).
Wenn diese Erreger nur in einer Blutkulturflasche nachgewiesen werden, ist die Bedeutung
des Befundes fraglich. Allerdings können sie bei immunsupprimierten Patienten eine Rolle
spielen.
1.3.1.1.4.2
Nativblut:
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Malaria, Infektion durch Mykobakterien, Trypanosomiasis, Filariose, Leptospirose
Probengefäße:
Citrat-/Heparin- oder EDTA-Monovette (siehe unten)
Abnahme und Blutvolumen:
Entnahme von Blut mit steriler Kanüle aus Vene oder aus einem liegenden venösen Katheter
-
Malaria:
5 ml EDTA-Blut
-
Tuberkulose:
10 ml Citrat-Blut
-
Trypanosomen:
5 ml EDTA-Blut
-
Filariose:
5 ml EDTA-Blut, ggf. nächtliche Blutentnahme, um die
Periodizität der Erreger zu berücksichtigen (Rücksprache mit
dem Labor)
Lagerung und Transport:
bei Raumtemperatur bis zu 24 h
1.3.1.1.4.3
Knochenmark:
Indikation:
Infektion durch Mykobakterien oder intrazelluläre Erreger, in der Hämatologie bei V. a.
Kontamination.
Probengefäße:
Sterile Spritze mit Schraubdeckel oder Blutkulturflaschen.
Abnahme:
Siehe Kapitel 1.2.9: Untersuchungsmaterialien - Knochenmark.
Seite 55 von 281
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, bei längerer Lagerung Verimpfung in Blutkulturflaschen, dann Lagerung bis zu
24 h bei RT.
----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Endokarditis
1.3.1.2
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.1.2.1
Erregerspektrum:
Die häufigsten Erreger der akuten Endokarditis sind S. aureus und seltener Enterobacteriaceae; die
subakute Endokarditis wird in erster Linie durch Streptokokken und Enterokokken verursacht. Das
Erregerspektrum der häufigsten Endokarditiserreger ist in Tabelle1 aufgelistet.
1.3.1.2.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
-
V. a. Endokarditis
-
Bei Endokarditis unklarer Ätiologie sollte jede intraoperative entnommene Herzklappe
mikrobiologisch untersucht werden!
1.3.1.2.3
Untersuchungsmethode
-
Erregernachweis aus Blut, Resistenzbestimmung der isolierten Erreger,
-
DNA-Nachweis mittels universeller PCR (aus Herzklappen, Blut, Op-Material), insbesondere
bei negativen Blutkulturen und ätiologisch unklarem Erreger.
-
Sufendiagnostik: zunächst Kultur, dann PCR bei negativem Ergebnis.
1.3.1.2.4
Untersuchungsmaterial:
Blutkulturen, Herzklappengewebe, intraoperativ gewonnenes Material nach Klappenersatz
1.3.1.2.4.1
Blutkulturen:
Siehe Kapitel 1.2.4: Untersuchungsmaterial - Blut
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT.
Interpretation:
Nicht alle positiven Blutkulturen sind klinisch relevant; in etwa 2 - 3% der Fälle liegt eine
abnahmebedingte Kontamination durch Hautflora vor. Hinweis für die klinische Relevanz des
nachgewiesenen Erregers in der Blutkultur gibt der Erregernachweis in mehreren
Blutkulturflaschen.
1.3.1.2.4.2
Herzklappen und Herzklappengewebe:
Probengefäße:
Weithalsgefäß mit Brain-Heart-Infusion-Bouillon (anzufordern unter Tel.: 201- 46918).
Materialentnahme:
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Herzklappen intraoperativ steril entnehmen und in das Gefäß überführen.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, eine längere Lagerung ist bei 37°C (bis zu 24 h) möglich.
Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird nach 3 - 4 Wochen erstellt.
Interpretation:
Bei Nachweis pathogener Erreger ist die Ätiologie der Infektion gesichert. Bei Nachweis von
koagulasenegativen Staphylokokken, die sowohl als Besiedler der Hautflora als auch als
Endokarditiserreger nach Herzklappenersatz vorkommen, ist die Relevanz der Isolate zu
prüfen.
----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Perikarditis
1.3.1.3
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.1.3.1
Erregerspektrum:
Die häufigsten Erreger der Perikarditis sind Staphylokokken, Streptokokken und seltener
Enterobacteriaceae; das Erregerspektrum ist in Tabelle1 aufgelistet.
1.3.1.3.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
-
V. a. Perikarditis
-
Bei Perikarditis unklarer Ätiologie sollte jedes entnommene Punktat mikrobiologisch
untersucht werden!
1.3.1.3.3
Untersuchungsmethode:
-
Erregernachweis aus Punktaten, Resistenzbestimmung der isolierten Erreger
-
DNA-Nachweis mittels universeller PCR bei negativen Blutkulturen und ätiologisch unklarem
Erreger.
-
Sufendiagnostik: zunächst Kultur, dann PCR bei negativem Ergebnis.
1.3.1.3.4
Untersuchungsmaterial:
Blutkulturen, Punktate
1.3.1.3.4.1
Blutkulturen:
siehe Kapitel 1.2.4: Untersuchungsmaterial - Blut
Lagerung und Transport:
≤ 24 h bei RT, ist das nicht möglich Lagerung bis zu 24 h bei RT.
1.3.1.3.4.2
Perikardpunktat:
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Schraubverschluss.
Materialentnahme, Lagerung und Transport:
Siehe Kapitel 1.2.7: Untersuchungsmaterial – Punktate
Seite 57 von 281
Lagerung und Transport:
≤ 24 h bei RT, bei längerer Lagerung Verimpfung in Blutkulturflaschen, dann Lagerung bis zu
24 h bei RT.
Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird nach 21 Tagen erstellt.
----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Schrittmacherinfektionen
1.3.1.4
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.1.4.1
Erregerspektrum:
Schrittmacherinfektionen
werden
hauptsächlich
durch
Staphylokokken
(S.
aureus
und
koagulasenegative Staphylokokken) verursacht; das Erregerspektrum ist in Tabelle 1 aufgelistet.
1.3.1.4.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Bakterielle Infektion von Schrittmachern.
1.3.1.4.3
Untersuchungsmethoden:
-
Kulturelle Anzucht der Erreger und Resistenzbestimmung
-
bei negativem Ergebnis universelle PCR, Identifizierung der Erreger mittels 16S rRNASequenzanalyse.
1.3.1.4.4
Untersuchungsmaterial:
Blut (Blutkulturen), Schrittmachersonden, Op-Material.
1.3.1.4.5
Probengefäße:
Weithalsgefäß mit Brain-Heart-Infusion-Bouillon (Anforderung unter 201-46918).
1.3.1.4.6
Materialentnahme:
Schrittmacher unter sterilen Bedingungen entnehmen und in Weithalsgefäß überführen.
1.3.1.4.7
Lagerung und Transport:
Bei Raumtemperatur innerhalb von 24 h.
1.3.1.4.8
Dauer der Untersuchung:
Kultur: Nachweis der Erreger: 2 Tage, Resistenzbestimmung: 3 Tage; PCR: 3 Tage.
1.3.1.4.9
Interpretation:
Bei Nachweis pathogener Erreger wie S. aureus ist die Ätiologie der Infektion gesichert. Bei Nachweis
von koagulasenegativen Staphylokokken, die auch als Besiedler der Haut vorkommen, ist die
Relevanz der Isolate zu prüfen.
Seite 58 von 281
----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Katheter-assoziierte Infektionen
1.3.1.5
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Intravaskuläre Katheter werden in 2 Kategorien unterteilt: solche für kurzzeitigen (ein- oder
mehrlumige Silikon- oder Polyurethankatheter) und solche für längerfristigen Einsatz (Port, HickmanKatheter); letztere müssen in der Regel chirurgisch implantiert werden.
Zu den Langzeitkathetern gehören Hickman-Katheter, Broviac-Katheter, Port-Systeme. Da die
Katheter schwer ersetzbar sind, sollten zunächst alle diagnostischen Möglichkeiten am noch
liegenden Katheter ausgeschöpft werden
Malassezia furfur kann bei Neu- und Frühgeborenen, die eine lipidreiche parenterale Ernährung
erhalten, Katheter-assoziierte Infektionen verursachen. Da diese Keime eine Subkultivierung auf
Spezialnährmedien erfordern, muss ein klinischer Verdacht dem Labor mitgeteilt werden.
1.3.1.5.1
Erregerspektrum:
Katheter-assoziierte Infektionen werden hauptsächlich durch Haut- und Umgebungskeime verursacht.
Bei Langzeitkathetern können auch schnell wachsende Mykobakterien, Pilze und Anaerobier eine
Rolle spielen. Das Erregerspektrum ist in Tabelle 1 aufgelistet.
1.3.1.5.2
Indikation zur mikrobiologischen Untersuchung:
V. a. Katheterinfektion
1.3.1.5.3
Untersuchungsmethode:
Kultur und Resistenzbestimmung der Isolate.
Die heute übliche mikrobiologische Methode zur Untersuchung von Venenkathetern ist die Agar-RollTechnik nach Maki. Sie erlaubt eine semiquantitative Bestimmung der Bakterien.
1.3.1.5.4
Untersuchungsmaterial:
Bei Verdacht auf Katheter-assoziierte Infektionen muss der Katheter gezogen und zur Untersuchung
in die Mikrobiologie gesandt werden. Ist dies nicht möglich, sollte die DTTP (detection time till
positivity) bestimmt werden. Zur Bestimmung der DTTP werden Blutkulturen zeitgleich aus dem
Katheter und aus einer Vene entnommen. Patienten mit einer katheterbedingten Infektion zeigen in
der Katheterkultur schneller ein positives Ergebnis als in der peripher abgenommen Blutkulturen. Die
Differenz muss > 2 h sein.
1.3.1.5.5
Probengefäße:
-
Erwachsene: steriles Transportgefäß ohne Transportmedium
-
Frühgeborene: Brain-Heart-Infusion-Medium
1.3.1.5.6
Materialentnahme:
Siehe Kapitel 1.2.5: Untersuchungsmaterial - Fremdkörper.
Seite 59 von 281
1.3.1.5.7
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
1.3.1.5.8
Dauer der Untersuchung:
Kultur: 1 - 2 Tage, Erstellung des Antibiogramms: 1 Tag; vorläufig negative Befunde werden nach 2
Tagen, Endbefunde nach 5 Tagen erstellt.
1.3.1.5.9
Interpretation:
Der Nachweis von Mikroorganismen in einer Keimzahl von ≥ 15 Kolonien/Katheterspitze gilt als
klinisch relevante Besiedlung und ist bei vorliegender klinischer Symptomatik oder lokalen
Infektionszeichen
wahrscheinlich
mit
einer
Katheterinfektion
assoziiert.
Weniger
als
15
Kolonien/Katheterspitze sprechen für eine Kontamination.
Beim Nachweis von Korynebakterien, Propionibakterien, Bacillus spp. und von koagulasenegativen
Staphylokokken ist die klinische Bedeutung des Befundes fraglich, insbesondere dann, wenn die
Erreger nur aus einer Blutkulturflasche isoliert wurden.
1.3.1.5.10 CAP-Dialysate:
Bei CAP-Dialysaten handelt es sich um hypertone Lösungen. Um ein Absterben oder eine
Schädigung der Mikroorganismen zu verhindern, sollten die CAP-Dialysate sofort nach der Abnahme
in das Labor gebracht werden oder aber schon auf der Station in Blutkulturflaschen geimpft werden (5
– 10 ml, Verdünnungseffekt der hypertonen Lösung und optimales Wachstumsmedium für
Mikroorganismen).
Seite 60 von 281
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.1.6
Infektionen mit ungewöhnlichen Erregern
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Die folgenden Erreger verursachen in seltenen Fällen eine Bakteriämie, Sepsis oder kardiovaskuläre
Infektionen. Für ihren Nachweis ist eine weiterführende Diagnostik notwendig.
Aspergillus spp.
Leptospira spp.
Bartonella spp.
Mycoplasma hominis
Brucella spp.
Mycobacterium spp.
Legionella spp.
Ureaplasma urealyticum
Seite 61 von 281
Tabelle 1:
Erregerspektrum bei Bakteriämie und Sepsis
(alle aufgelisteten Erreger sind im Rahmen der üblichen mikrobiologischen Diagnostik nachweisbar)
__________________________________________________________________________
Angewandte Nachweisverfahren
---------------------------------------------Material
TM
Mikr
Kultur PCR
AK
__________________________________________________________________________
Bakteriämie und Sepsis
häufige Erreger:
E. coli
Blutkultur
+
+
0
0
S. aureus
Blutkultur
+
+
0
0
S. pneumoniae
Blutkultur
+
+
0
0
Enterococcus spp.
Blutkultur
+
+
0
0
koagulasenegative Staphylokokken
Blutkultur
+
+
0
0
Klebsiella spp.
Blutkultur
+
+
0
0
Candida spp.
Blutkultur
++
+
0
+
Enterobacter spp.
Blutkultur
+
+
0
0
Haemophilus influenzae
Blutkultur
+
+
0
0
Salmonella spp.
Blutkultur
+
+
0
+
Pseudomonas aeruginosa
Blutkultur
+
+
0
0
Neisseria meningitidis
Blutkultur
++
+
+
0
Malassezia furfur
Blutkultur
+
+
0
0
Anaerobier
Blutkultur
+
+
0
0
Blutkultur
+
+
0
0
Nutritionally variant streptococci (NVS)
Blutkultur
+
+
0
0
Enterococcus faecalis
Blutkultur
+
+
0
0
Enterococcus spp.
Blutkultur
+
+
0
0
Staphylococcus aureus
Blutkultur
+
+
0
0
Enterobacteriaceae
Blutkultur
+
+
0
0
seltene Erreger:
(Bacteroides, Fusobakterien, Prevotella)
Endokarditis
Subakute Endokarditis/häufige Erreger
Streptokokken der Viridansgruppe
(u. a. S. sanguinis, S. salivarius, S. mutans)
Akute Endokarditis/häufige Erreger
__________________________________________________________________________
Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische
Zuordnung möglich, +++ =
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, AK =
Antikörpernachweis, Kultur: nach Anzüchtung Identifizierung und Erstellung eines Antibiogramms.
Seite 62 von 281
__________________________________________________________________________
Angewandte Nachweisverfahren
---------------------------------------------Material
TM
Mikr
Kultur PCR
AK
__________________________________________________________________________
Akute Endokarditis/seltene Erreger
Neisseria spp.
Blutkultur
++
+
0
0
Coxiella burnetii
Blutkultur
0
0
0
+
*Brucella spp. (!)
Blutkultur
+
+
0
+
+
0
0
Candida spp.
Blutkultur
++
*Bartonella spp. (externe Untersuchung)
Blutkultur
+
Haemophilus influenzae
Blutkultur
+
+
0
0
Haemophilus spp.
Blutkultur
+
+
0
0
Actinobacillus spp.
Blutkultur
+
+
0
0
Eikenella corrodens
Blutkultur
+
+
0
0
Cardiobacterium hominis
Blutkultur
+
+
0
0
Kingella spp.
Blutkultur
+
+
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Blutkultur
+
+
0
0
Staphylococcus aureus
Blutkultur
+
+
0
0
Candida spp.
Blutkultur
++
+
0
0
Enterococcus faecalis
Blutkultur
+
+
0
0
Streptokokken der Viridansgruppe
Blutkultur
+
+
0
0
koagulasenegative Staphylokokken
Blutkultur
+
+
0
0
*Bakterien der HACEK-Gruppe:
Endokarditis bei Drogenabhängigen
__________________________________________________________________________
Angewandte Nachweisverfahren
---------------------------------------------Material
TM
Mikr
Kultur PCR
AK
__________________________________________________________________________________________
Endokarditis nach Klappenersatz
Early onset
Staphylococcus epidermidis
Blutkultur
+
+
0
0
Staphylococcus aureus
Blutkultur
+
+
0
0
Enterobacteriaceae
Blutkultur
+
+
0
0
Candida spp.
Blutkultur
++
+
0
0
Streptokokken der Viridansgruppe
Blutkultur
+
+
0
0
Enterococcus faecalis
Blutkultur
+
+
0
0
Corynebacterium spp.
Blutkultur
+
+
0
0
_________________________________________________________________________
Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische
Zuordnung möglich, +++ =
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, AK =
Antikörpernachweis, (!) = Keime der Risikogruppe 3, * = langsames Wachstum
Seite 63 von 281
_________________________________________________________________________
Angewandte Nachweisverfahren
---------------------------------------------Material
TM
Mikr
Kultur PCR
AK
__________________________________________________________________________
Late onset
Staphylococcus epidermidis
Blutkultur
+
+
0
0
Staphylococcus aureus
Blutkultur
+
+
0
0
Enterobacteriaceae
Blutkultur
+
+
0
0
Candida spp.
Blutkultur
++
+
0
0
Legionella spp.
Blutkultur
0
+
0
+
Urin
0
Antigennachweis
Perikarditis
häufige Erreger
Staphylococcus aureus
Blutkultur, Punktat
+
+
+
0
0
Streptococcus pneumoniae
Blutkultur, Punktat
+
+
+
0
0
Streptokokken der Gruppe A
Blutkultur, Punktat
+
+
+
0
0
Escherichia coli
Blutkultur, Punktat
+
+
+
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Blutkultur, Punktat
+
+
+
0
0
Salmonella spp.
Blutkultur, Punktat
+
+
+
0
+
Shigella spp.
Blutkultur, Punktat
+
+
+
0
0
Neisseria meningitidis
Blutkultur, Punktat
D
++
+
+
0
*Histoplasma capsulatum (!)
Blutkultur, Punktat
N
+
+
0
+
Mycoplasma pneumoniae
Blutkultur, Punktat
N
0
0
+
+
Chlamydophila pneumoniae
Blutkultur, Punktat
N
0
0
+
+
seltene Erreger
__________________________________________________________________________
Angewandte Nachweisverfahren
---------------------------------------------Material
TM
Mikr
Kultur PCR
AK
__________________________________________________________________________________________
Candida spp.
Blutkultur, Punktat
N
++
+
+
0
*Mycobacterium tuberculosis (!)
Blutkultur, Punktat
N
++
+
+
0
Echinococcus granulosus
Blutkultur, Punktat
N
0
0
0
+
Entamoeba histolytica
Blutkultur, Punktat
N
0
0
0
+
Toxoplasma gondii
Blutkultur, Punktat
N
0
0
+
+
Trichinella spiralis
Blutkultur, Punktat
N
0
0
0
+
----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Bei der Untersuchung von Punktaten sollte bei negativem Kulturergebnis die universelle PCR durchgeführt werden!
_____________________________________________________________________________________________________
Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische
Zuordnung möglich, +++ =
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, AK =
Antikörpernachweis, (!) =Keime der Risikogruppe 3, * = langsames Wachstum; N = Nativmaterial (Transport ≤ 2 h), D =
Direktbeimpfung des Mediums.
Seite 64 von 281
_________________________________________________________________________
Angewandte Nachweisverfahren
---------------------------------------------Material
TM
Mikr
Kultur PCR
AK
__________________________________________________________________________
Katheter-assoziierte Infektionen
Kurzzeitkatheter
häufige Erreger:
koagulaseneg. Staphylokokken
ZVK-Spitze
0
---
+
0
0
Staphylococcus aureus
ZVK-Spitze
0
---
+
0
0
Enterococcus spp.
ZVK-Spitze
0
---
+
0
0
Candida spp.
ZVK-Spitze
0
---
+
0
0
Enterobacteriaceae
ZVK-Spitze
0
---
+
0
0
Malassezia furfur
ZVK-Spitze
0
---
+
0
0
koagulaseneg. Staphylokokken
Blutkultur (ZVK, peripher)
0
---
+
0
0
Staphylococcus aureus
Blutkultur (ZVK, peripher)
0
---
+
0
0
Enterococcus spp.
Blutkultur (ZVK, peripher)
0
---
+
0
0
Candida spp.
Blutkultur (ZVK, peripher)
0
---
+
0
0
Enterobacteriaceae
Blutkultur (ZVK, peripher)
0
---
+
0
0
atypische Mykobakterien
Blutkultur(ZVK, peripher)
0
---
+
0
0
Anaerobier
Blutkultur (ZVK, peripher)
0
---
+
0
0
Acinetobacter spp.
Blutkultur (ZVK, peripher)
0
---
+
0
0
Alcaligenes spp.
Blutkultur (ZVK, peripher)
0
---
+
0
0
seltene Erreger:
Langzeitkatheter
häufige Erreger:
seltene Erreger:
_________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++ = Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose
erlauben, --- = Mikroskopie nicht durchgeführt), AK = Antikörpernachweis, (!) = Keime der Risikogruppe 3
_________________________________________________________________________
Seite 65 von 281
1.3.2 Neurologische Infektionen und Infektionen des ZNS
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Meningitis, Enzephalitis, Empyem
1.3.2.1
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.2.1.1
Erregerspektrum:
Das Erregerspektrum der bakteriellen Meningitis, Enzephalitis und des Empyems ist in Tabelle 2
aufgelistet.
1.3.2.1.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
-
Meningitis
-
akut und chronisch entzündliche Erkrankungen des ZNS:
u. a. bei Meningitis, Meningoenzephalitis, Enzephalitis, Ventrikulitis, Hirnabszessen,
Hirnnervenlähmungen, Myelitis transversa, bei unklarem Fieber und bei unklaren Krämpfen.
-
Kontraindikationen:
erhöhter
intrakranieller
Druck
(Stauungspapille)
und
Gerinnungsstörungen. Eine relative Kontraindikation ist ein kontaminiertes bzw. infiziertes
Punktionsgebiet.
1.3.2.1.3
-
Untersuchungsmethode:
Mikroskopie (Gramfärbung)
3
3
4
5
Sensitivität: < 10 KBE/ml (25%), 10 -10 KBE/ml (60%), > 10 KBE/ml (97%)
-
Kultur und Resistenzbestimmung der isolierten Erreger
-
universelle PCR nach Vorbehandlung mit Antibiotika
-
gezielte PCR (Meningokokken, Mykobakterien, Toxoplasmose)
1.3.2.1.4
Untersuchungsmaterial:
Liquor, Hirnbiopsie, intraoperative Materialien
1.3.2.1.4.1
Liquor
Mindestvolumen:
-
Bakterien
≥ 1 ml
-
Pilze
≥ 2 ml
-
Parasiten
≥ 5 ml
-
Mykobakterien
≥ 5 ml, besser 10-15 ml (je 5 ml für Mikroskopie, Kultur und PCR);
bei negativer Mikroskopie und Verdacht auf tuberkulöse Meningitis, erneute Liquorgewinnung
und Einsatz von mindestens 15 ml für die Kultur. Ist nur wenig Liquor vorhanden, so ist der
Kultur der Vorrang zu geben (Goldstandard mit größter Sensitivität).
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei Raumtemperatur, vor Licht geschützt; ist das nicht möglich, Verimpfung eines
Aliquots in Blutkulturflaschen, dann Lagerung bis zu 24 h bei RT.
Seite 66 von 281
Unter diesen Umständen sind folgende Untersuchungen nicht möglich: mikroskopisches
Präparat, Antigennachweis, quantitative Bestimmung der Erreger, Nachweis von Viren,
Nachweis von Parasiten; daher außerdem Einsendung von nativem Liquor.
Zum Nachweis von Viren, Mykobakterien, Parasiten, Pilzen und Nukleinsäuren:
bei ≤ 4°C (maximal 24 h). Bei V. a. Parasiten und Pilze Liquor nicht tieffrieren.
1.3.2.1.4.2
Hirnbiopsie, intraoperative Materialien
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, eine längere Lagerung ist nicht möglich.
1.3.2.1.5
Dauer der Untersuchung:
Die folgenden Zeitabstände gelten für schnell wachsende Bakterien, bei Nachweis langsam
wachsender Bakterien wie Mykobakterien dauert die Untersuchung länger.
-
Mikroskopie: ≤ 1 h nach Eingang des Materials
-
Kultur: 1-2 Tage Anzucht, 1 weiterer Tag zur Resistenzbestimmung
-
PCR: 1 Tag
Ein vorläufig negativer Befund wird nach 2 Tagen, ein Endbefund nach 5 Tagen erstellt.
1.3.2.1.6
Interpretation
Bei Nachweis pathogener Erreger ist die Ätiologie der Infektion gesichert. Bei Nachweis von
koagulasenegativen Staphylokokken, die sowohl als Besiedler der Haut als auch als Meningitiserreger
bei Shuntinfektionen vorkommen, ist die Relevanz der Isolate zu prüfen.
Meldepflicht: Meningokokkenmeningitis (Erkrankung und Tod)
Meldepflicht durch das Labor: H. influenzae, Listerien, N. meningitidis, Brucella spp.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Hirnabszess
1.3.2.2
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.2.2.1
2.1 Erregerspektrum:
Hirnabszesse werden in erster Linie von Anaerobiern verursacht (vgl. Tabelle 1). Es handelt sich meist
um Mischinfektionen selten um Monoinfektionen mit 1 Keim.
1.3.2.2.2
2.2 Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
-
Hirnabszess
-
Intraoperativ gewonnene Materialien vom ZNS
Seite 67 von 281
1.3.2.2.3
Untersuchungsmethode:
-
Kultur und Resistenzbestimmung der isolierten Erreger
-
die universelle PCR ist bei Mischinfektionen nicht indiziert
1.3.2.2.4
Untersuchungsmaterial:
Liquor, intraoperative Materialien, Abszessmaterial
1.3.2.2.4.1
Liquor:
Siehe Kapitel 1.2.7: Untersuchungsmaterial – Liquor
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, bei längerer Lagerung Verimpfung eines Aliquots in Blutkulturflaschen, dann
Lagerung bis zu 24 h bei RT.
1.3.2.2.4.2
Abszessmaterialien:
Siehe Kapitel 1.2.8: Untersuchungsmaterial - Punktate
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, eine längere Lagerung ist nicht möglich; bei längerem Transport Verimpfung in
Blutkulturflaschen, dann Lagerung bis zu 24 h bei RT.
1.3.2.2.5
Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird nach 14 Tagen erstellt.
1.3.2.2.6
-
Interpretation:
Hirnabszesse sind in der Regel Mischinfektionen, deren Infektionsquelle häufig der Oropharynx
ist, d.h. bei Nachweis von Keimen aus dem Oropharynx wie z. B. Streptokokken der
Viridansgruppe können diese sowohl eine Kontamination als auch Abszesserreger sein. Derartige
Befunde sollten mit dem Institut für Mikrobiologie diskutiert werden. Dagegen sind pathogene
Keime klinisch relevant.
-
Bei Nachweis von mehreren Keimen handelt es sich nicht unbedingt um eine Kontamination
(Mischinfektion!).
-
Der nachgewiesene Erreger ist häufig ein Leitkeim der Infektion. Die Antibiotikatherapie sollte
daher kalkuliert unter Berücksichtigung des nachgewiesenen Keimes erfolgen.
Seite 68 von 281
Tabelle 2:
Erregerspektrum bei Infektionen des ZNS
(alle aufgelisteten Erreger sind im Rahmen der üblichen mikrobiologischen Diagnostik nachweisbar)
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
------------------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Akute bakterielle Meningitis
häufige Erreger
Neisseria meningitidis
Liquor, Blutkultur
+
++
+
0
+
0
Streptococcus pneumoniae
Liquor, Blutkultur
+
++
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Liquor, Blutkultur
+
+
+
0
0
0
Peptostreptococcus spp.
Liquor, Blutkultur
+
+
+
0
0
0
Fusobacterium spp.
Liquor, Blutkultur
+
++
+
0
0
0
Clostridium perfringens
Liquor, Blutkultur
+
++
+
0
0
0
*Brucella spp. (!)
Liquor, Blutkultur
+
+
+
0
0
0
Treponema pallidum
Liquor, Serum
N
0
0
0
0
+
Borrelia burgdorferi
Liquor, Serum
N
0
0
0
+
+
Mycoplasma pneumoniae
Liquor, Serum
N
0
0
0
+
+
Streptokokken der Gruppe B
Liquor, Blutkultur
+
+
+
0
0
0
Escherichia coli
Liquor, Blutkultur
+
+
+
0
0
0
Listeria monocytogenes
Liquor, Blutkultur
+
+
+
0
+
0
Streptokokken der Gruppe A
Liquor, Blutkultur
+
+
+
0
0
0
Klebsiella pneumoniae
Liquor, Blutkultur
+
+
+
0
0
0
Streptococcus pneumoniae
Liquor, Blutkultur
+
+
+
0
0
0
Neisseria meningitidis
Liquor, Blutkultur
+
++
+
0
+
0
Listeria monocytogenes
Liquor, Blutkultur
+
+
+
0
+
0
Enterobacteriaceae
Liquor, Blutkultur
+
+
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Liquor, Blutkultur
+
+
+
0
0
0
Streptococcus pneumoniae
Liquor
+
+
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Liquor
+
+
+
0
0
0
Streptokokken der Gruppe A
Liquor
+
+
+
0
0
0
seltene Erreger
bei Früh- und Neugeborenen
bei Immunsupprimierten
bei Schädelbasisfrakturen
------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Bei negativem Kulturergebnis sollte die universelle PCR von einem Aliquot des Liquors durchgeführt werden!
__________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ =
Nachweis von
Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++ = Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische
Seite 69 von 281
Diagnose erlauben, AG = Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier, (!) =
Keime der Risikogruppe 3, * =
langsames Wachstum, N = Nativmaterial (Transport ≤ 2 h).
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
------------------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
nach Schädeltrauma
Staphylococcus aureus
Liquor
+
+
+
0
0
0
Staphylococcus epidermidis-Gr.
Liquor
+
+
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Liquor
+
+
+
0
0
0
Staphylococcus epidermidis-Gr.
Liquor
+
+
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Liquor
+
+
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Liquor
+
+
+
0
0
0
Propionibacterium acnes
Liquor
+
+
+
0
0
0
bei Shuntpatienten
Chronische Meningitis
Acanthamoeba
Liquor
N
+++
0
0
0
0
*Brucella spp. (!)
Liquor, Serum
+
+
+
0
0
+
Candida spp.
Liquor, Serum
N
++
+
+
+
0
*Coccidioides immitis (!)
Liquor, Serum
N
+
+
0
0
+
Cryptococcus neoformans
Liquor, Serum
N
+
+
+
0
+
*Histoplasma capsulatum (!)
Liquor, Serum
N
+
+
0
0
+
Borrelia burgdorferi
Liquor, Serum
N
0
0
0
+
+
Treponema pallidum
Liquor, Serum
N
0
0
0
0
+
N
++
+
0
+
*Mycobacterium tuberculosis (!)
Liquor
Leptospira spp.
Liquor, Serum
+
Spezialmedium
0
+
Externe Untersuchung!
Fokale ZNS-Läsionen
*Actinomyces spp.
Liquor, Punktat
N
+
+
0
0
0
*Blastomyces spp. (!)
Liquor, Punktat
N
+
+
0
0
0
Cysticercus spp.
Liquor, Punktat
N
+++
0
0
0
Aspergillus spp.
Liquor, Punktat
N
++
+
+
+
+
*Nocardia spp.
Liquor, Punktat
N
++
+
0
0
0
Schistosoma mansoni
Liquor, Punktat
N
+++
0
0
0
+
Toxoplasma gondii
Liquor, Punktat
N
0
0
0
+
+
------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Bei negativem Kulturergebnis sollte die universelle PCR von einem Aliquot des Liquors durchgeführt werden!
__________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ =
Nachweis von Mikro-
organismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++ = Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose
erlauben, AG = Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis,
Anaerobier, (!) = Keim der Risikogruppe 3, * = langsames
Wachstum, N = Nativmaterial (Transport ≤ 2 h).
Seite 70 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
-----------------------------------------------------TM
Mikro
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Meningitis durch Protozoen
Naegleria fowleri
Liquor
N
+++
(+)
0
0
0
Acanthamoeba
Liquor
N
+++
(+)
0
0
0
Salmonella typhi
Liquor, Serum
+
+
+
0
0
+
Ehrlichia canis
Liquor
N
+
+
Coxiella burnetii
Liquor, Serum
+
0
0
0
0
+
Mycoplasma pneumoniae
Liquor, Serum
N
0
0
0
0
+
*Brucella spp. (!)
Liquor, Serum
+
0
0
0
+
Listeria monocytogenes
Liquor
+
+
0
+
0
Treponema pallidum
Liquor, Serum
N
0
0
0
+
Borrelia burgdorferi
Liquor, Serum
N
0
0
+
+
Leptospira spp.
Liquor, Serum
Encephalitis
Externe Untersuchung
Encephalitis
+
Spezialmedium
+
Externe Untersuchung
Nocardia spp.
Liquor
N
+
+
0
0
0
*Actinomyces spp.
Liquor
N
++
+
0
0
0
*Mycobacterium tuberculosis (!)
Liquor
N
++
+
0
+
0
*Histoplasma capsulatum (!)
Liquor, Serum
N
+++
0
+
0
0
Acanthamoeba
Liquor
N
+++
+
0
0
0
Toxoplasma gondii
Liquor, Serum
N
0
0
0
+
+
Plasmodium falciparum
Liquor
N
+++
0
0
0
0
Tropheryma whipplei
Liquor
N
0
0
0
+
0
Bartonella spp.
Liquor
N
+
+
Encephalitis
Externe Untersuchung
------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Bei negativem Kulturergebnis sollte die universelle PCR von einem Aliquot des Liquors durchgeführt werden!
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ =
Nachweis von
Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++ = Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische
Diagnose erlauben, AG = Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier, (!) =
Keime der Risikogruppe 3, * =
langsames Wachstum, N = Nativmaterial (Transport ≤ 2h).
Seite 71 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
------------------------------------------------------TM
Mikro
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Subdurales Empyem
Streptococcus spp.
Punktat
nativ/anaerobes TM
0
0
0
0
(S. milleri, S. anginosus)
Staphylococcus aureus
Punktat
„
+
0
0
0
Streptococcus pneumoniae
Punktat
„
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Punktat
„
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Punktat
„
+
0
0
0
Bacteroides spp.
Punktat
„
+
0
0
0
Punktat
nativ/anaerobes TM
+
0
0
0
Peptostreptococcus spp.
Punktat
„
+
0
0
0
Bacteroides spp.
Punktat
„
+
0
0
0
Prevotella spp.
Punktat
„
+
0
0
0
Porphyromonas spp.
Punktat
„
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Punktat
„
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Punktat
„
+
0
0
0
Candida spp.
Punktat
„
++
+
0
+
0
Actinomyces spp.
Punktat
„
++
+
0
0
0
Nocardia spp.
Punktat
„
++
+
0
0
0
Fusobacterium spp.
Punktat
„
++
+
0
0
0
Streptococcus pneumoniae
Punktat
„
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Punktat
„
+
0
0
0
Listeria monocytogenes
Punktat
„
+
0
+
0
Staphylococcus aureus
Punktat
nativ/anaerobes TM
+
0
0
0
Escherichia coli
Punktat
„
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Punktat
„
+
0
0
0
Streptococcus spp.
Punktat
„
+
0
0
0
Peptostreptococcus spp.
Punktat
„
+
0
0
0
Salmonella spp.
Punktat, Serum
„
+
0
0
+
Staphylococcus epidermidis
Punktat
„
+
0
0
0
*Nocardia spp.
Punktat
„
+
0
0
0
Hirnabszess
Streptococcus spp.
(S. intermedius, S. anginosus)
Epiduraler Abszess
++
_______________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ =
Nachweis von Mikro-
organismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++ = Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose
erlauben, --- = nicht durchgeführt), AG = Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier
Seite 72 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
-----------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Epiduraler Abszess
*Actinomyces spp.
Punktat
Fusobacterium spp.
Punktat
*Mycobacterium spp. (!)
Punktat
Aspergillus spp.
Punktat
*Brucella spp. (!)
Punktat, Serum
Treponema pallidum
Punktat, Serum
N
anaerobes TM
N
N
anaerobes TM
++
+
0
0
0
++
+
0
0
0
++
+
0
+
+
0
++
+
+
+
+
0
0
+
0
0
0
+
+
0
0
0
N
Cranialer epiduraler Abszess
Peptostreptococcus spp.
Punktat
nativ/anaer. TM
Streptokokken der Viridansgruppe Punktat
„
+
0
0
0
Streptococcus milleri Gruppe
Punktat
„
+
0
0
0
Bacteroides spp.
Punktat
„
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Punktat
„
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Punktat
„
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Punktat
„
+
0
0
0
+
0
0
0
Dentogener Abszess
Streptococcus pneumoniae
Aspirat
Haemophilus influenzae
Aspirat
„
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Aspirat
„
+
0
0
0
Peptostreptococcus spp.
Aspirat
„
+
0
0
0
Fusobacterium spp.
Aspirat
„
+
0
0
0
Prevotella spp.
Aspirat
„
+
0
0
0
Porphyromonas spp.
Aspirat
„
+
0
0
0
nativ/anaer. TM
++
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ =
Nachweis von
Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++ = Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische
Diagnose erlauben, AG = Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier, (!) =
Keime der Risikogruppe 3, * =
langsames Wachstum, N = Nativmaterial (Transport ≤ 2 h).
Seite 73 von 281
Infektionen der oberen Atemwege
Die Indikation zur mikrobiologischen Diagnostik ergibt sich bei Versagen einer kalkulierten Therapie,
bei Infektionen von Früh- und Neugeborenen und bei immunsupprimierten Patienten.
Wegen der Empfindlichkeit der Erreger gegen Umwelteinflüsse sollten die Untersuchungsmaterialien
möglichst schnell (innerhalb von 2 h bei Raumtemperatur) und wegen der Gefahr der Austrocknung in
einem Transportmedium versandt werden. Da empfindliche Bakterien bei Temperaturen um 4°C
absterben, sollte eine Lagerung im Kühlschrank unterbleiben. Ist eine Verarbeitung innerhalb von 2 h
nach der Abnahme nicht möglich, muss die Lagerung bei Raumtemperatur erfolgen. Dabei besteht die
Gefahr, dass die Krankheitserreger von Keimen der Normalflora überwuchert werden.
Die Diagnostik ist dadurch erschwert, dass der obere Respirationstrakt von einer Vielzahl von
Mikroorganismen, einschließlich pathogener Keime, besiedelt ist. Beim Nachweis pathogener Keime
wie ß-hämolysierenden Streptokokken ist daher die Relevanz der Isolate zu prüfen. Eine Infektion liegt
nur vor, wenn klinische Symptome vorhanden sind.
1.3.3 Infektionen der Mundhöhle
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.3.1
Parodontitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.3.1.1
Erregerspektrum:
Fakultativ oder obligat anaerobe Bakterien wie Porphyromonas gingivalis, Treponema denticola,
Tannerella forsythensis, Aggregatibacter (früher Actinobacillus) actinomycetemcomitans.
1.3.3.1.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Juvenile oder schwere generalisierte Parodontitis.
1.3.3.1.3
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzüchtung und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.3.1.4
Untersuchungsmaterialien:
Zahntaschenexprimat, Sulcusflüssigkeit
1.3.3.1.5
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Seite 74 von 281
1.3.3.1.6
-
Lagerung und Transport
Flüssigkeiten: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Verimpfung in Blutkulturflaschen, dann
Lagerung bis zu 24 h bei RT
-
Abstrichtupfer: bis zu 24 h bei Raumtemperatur.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.3.2
Sialadenitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.3.2.1
Erregerspektrum:
Bacteroides und gramnegative Anaerobier, Streptokokken, Peptostreptokokken, S. aureus.
1.3.3.2.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Eitrige Entzündungen
1.3.3.2.3
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzüchtung und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.3.2.4
Untersuchungsmaterialien:
Absaugflüssigkeit, Punktate, Blutkulturen.
1.3.3.2.5
Probengefäße:
Universal-Probengefäß mit blauem Verschluss, Blutkulturflaschen für Punktate.
1.3.3.2.6
Lagerung und Transport:
Flüssigkeiten: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Verimpfung in Blutkulturflaschen, dann Lagerung bis
zu 24 h bei RT.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.3.3
Stomatitis, Periodontitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.3.3.1
Erregerspektrum:
Streptokokken, fakultativ oder obligat anaerobe fakultativ anaerobe Bakterien wie Porphyromonas
gingivalis, Prevotella intermedia, Fusobakterien.
1.3.3.3.2
Indikationen für die mikrobiologische Untersuchung
Persistierende, eitrige oder nekrotisierende Stomatitis.
1.3.3.3.3
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzüchtung und Resistenzbestimmung der Isolate, Identifizierung der Erreger mittels 16S
rRNA-Sequenzanalyse. PCR
Seite 75 von 281
1.3.3.3.4
Untersuchungsmaterialien:
Tupferabstrich, Spülflüssigkeit.
1.3.3.3.5
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe, Universal-Probengefäß mit blauem Verschluss.
1.3.3.3.6
Lagerung und Transport:
Spülflüssigkeit: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Verimpfen in Blutkulturflaschen, dann
-
Lagerung bis zu 24 h bei RT.
-
Abstrichtupfer bis zu 24 h bei RT.
1.3.4 Infektionen der Nase und der Nasennebenhöhlen
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.4.1
Rhinitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.4.1.1
Erregerspektrum:
Pneumokokken, A-Streptokokken, Haemophilus influenzae, S. aureus.
1.3.4.1.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Eitrige Rhinitis, bei einer Dauer von über 2 Wochen, Sekundärinfektion nach einer Infektion mit Viren.
1.3.4.1.3
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzüchtung und Resistenzbestimmung der Isolate
1.3.4.1.4
Untersuchungsmaterialien:
Nasenabstrich, Spülflüssigkeit, Absaugflüssigkeit, Nasopharyngealsekret.
1.3.4.1.5
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe, Universal-Probengefäß mit blauem Verschluss.
1.3.4.1.6
Probenentnahme:
-
Tupfer aus der Sterilverpackung entnehmen
-
mit dem Watteteil des Tupfers die Nasenhöhle des Patienten abstreichen
-
Tupfer in das Transportmedium stecken und fest verschließen
-
Nasopharyngealabstrich: Tupfer vorsichtig entlang der Nasenscheidewand und des Nasenbodens
in den Nasopharynx vorschieben, dann rotierend abstreichen.
Seite 76 von 281
1.3.4.1.7
-
Lagerung und Transport:
Flüssige Materialien: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Verimpfen in Blutkulturflaschen, dann
Lagerung bis zu 24 h bei RT
-
Abstrichtupfer bis zu 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Sinusitis
1.3.4.2
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.4.2.1
Erregerspektrum:
Pneumokokken, A-Streptokokken, Haemophilus influenzae, S. aureus, anaerobe Bakterien.
1.3.4.2.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Bei chronischem Verlauf (> 8 Wochen) oder bei Komplikationen unter Beteiligung der Orbita oder der
Schädelgrube.
1.3.4.2.3
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzüchtung und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.4.2.4
Untersuchungsmaterialien:
Punktate, endoskopisch gewonnenes Material.
1.3.4.2.5
Probengefäße:
Universal-Probengefäß mit blauem Verschluss, Transportmedium für Anaerobier.
1.3.4.2.6
-
Lagerung und Transport:
Flüssige Untersuchungsmaterialien ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Verimpfung in
Blutkulturflaschen, dann Lagerung bis zu 24 h bei RT
-
Abstrichtupfer bis zu 24 h bei RT.
1.3.5 Infektionen des Oropharynx
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.5.1
Epiglottitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.5.1.1
Erregerspektrum:
Haemophilus influenzae, Pneumokokken, S. aureus.
1.3.5.1.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Schwere Infektion
Seite 77 von 281
1.3.5.1.3
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzüchtung und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.5.1.4
Untersuchungsmaterialien:
Tupferabstriche
1.3.5.1.5
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe.
1.3.5.1.6
Probenentnahme:
Siehe Kapitel 1.2.1, Untersuchungsmaterialien - Abstriche
1.3.5.1.7
Lagerung und Transport:
Abstrichtupfer: bis 24 h bei RT.
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Laryngitis
1.3.5.2
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.5.2.1
Erregerspektrum:
Bordetella pertussis, B. parapertussis, Haemophilus influenzae, Moraxella.
1.3.5.2.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Krankheitsdauer von über 2 Wochen sowie bei Komplikationen wie Epiglottitis, Laryngotracheitis.
1.3.5.2.3
Untersuchungsmethode:
-
Kulturelle Anzüchtung und Resistenzbestimmung der Isolate
-
DNA-Nachweis mittels PCR bei Bordetellen.
1.3.5.2.4
Untersuchungsmaterialien:
Tupferabstriche, Spülflüssigkeit (Bronchoskop)
1.3.5.2.5
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe, Dacrontupfer mit Transportmedium für anspruchsvoll
wachsende Keime, Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
1.3.5.2.6
-
Lagerung und Transport:
Spülflüssigkeiten: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Verimpfung in Blutkulturflaschen, dann
Lagerung bis zu 24 h bei RT
-
Abstrichtupfer: bis zu 24 h bei RT.
Seite 78 von 281
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Tonsillitis, Pharyngitis
1.3.5.3
------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.5.3.1
Erregerspektrum:
A-Streptokokken, Anaerobier bei Angina Plaut-Vincenti, Corynebacterium diphtheriae.
1.3.5.3.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Bei Fieber, bei eitriger Pharyngitis.
1.3.5.3.3
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzüchtung und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.5.3.4
Untersuchungsmaterialien:
Tupferabstriche.
1.3.5.3.5
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe.
1.3.5.3.6
Probenentnahme:
Rachenabstrich bei Tonsillitis:
Siehe Kapitel 1.2.1: Untersuchungsmaterial - Abstriche (Rachenabstrich).
Pharynxabstrich bei Pharyngitis:
Siehe Kapitel 1.2.1: Untersuchungsmaterial - Abstriche.
Nasopharyngealabstrich bei Pharyngitis:
Siehe Kapitel 1.2.1: Untersuchungsmaterial - Abstriche.
Diese Abstriche dürfen nur ausgeführt werden, wenn die Epiglottis nicht entzündet ist!
Angina Plaut-Vincenti:
Der Abstrichtupfer sollte in ein Transportmedium für Anaerobier gegeben werden. Außerdem
sollte zur Sicherung der Diagnose ein Grampräparat angefordert werden und die
Verdachtsdiagnose auf dem Antragsformular vermerkt werden.
Rachenspülwasser:
Siehe Kapitel 1.2.2: Untersuchungsmaterial - Material aus den Atemwegen.
1.3.5.3.7
Lagerung und Transport:
- Rachenspülwasser: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C
- Abstrichtupfer bis zu 24 h bei RT.
Seite 79 von 281
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.5.4
Peritonsillarabszess
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.5.4.1
Erregerspektrum:
A-Streptokokken, Fusobakterien, oropharyngeale Flora.
1.3.5.4.2
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzüchtung und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.5.4.3
Untersuchungsmaterialien:
Tupferabstriche, Op-Material.
1.3.5.4.4
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe, Universal-Probengefäß mit blauer Verschlussklappe,
Transportmedium für Anaerobier
1.3.5.4.5
Lagerung und Transport:
- Op-Material: ≤ 2 h bei RT, eine längere Lagerung ist nicht möglich.
- Abstrichtupfer bis zu 24 h bei RT.
Seite 80 von 281
Tabelle 3:
Erregerspektrum bei Infektionen der oberen Atemwege
(alle aufgelisteten Erreger sind im Rahmen der üblichen mikrobiologischen Diagnostik nachweisbar)
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
-----------------------------------TM
Mikr
Kultur
PCR
__________________________________________________________________________
Infektionen der Mundhöhle
Parodontitis
Fakultativ anaerobe Bakterien
Obligat anaerobe Bakterien
Zahntaschenexprimat, Sulcusfl.
„
anaer. TM
„
---
+
0
---
+
0
---
+
0
(P. gingivalis, P. intermedia)
Sialadenitis
Gramnegative Anaerobier
Absaugflüssigkeit, Punktat
anaer. TM
(P. gingivalis, P. intermedia)
Peptostreptokokken
„
„
---
+
0
Streptokokken
„
„
---
+
0
S. aureus
„
„
---
+
0
---
+
0
Stomatitis, Periodontitis
Streptokokken
Gramnegative Anaerobier
Tupferabstrich, Spülflüssigk.
anaer. TM
„
„
---
+
0
„
„
---
+
0
---
+
0
---
+
0
(P. gingivalis, P. intermedia,
Fusobakterien)
Infektionen der Nase und Nebenhöhlen
Sinusitis
Streptococcus pneumoniae
Nasenabstrich
Haemophilus influenzae
Nasenabstrich
anaerobes TM
„
Streptokokken der Gruppe A
Nasenabstrich
„
---
+
0
Prevotella spp.
Nasenabstrich, Aspirat
“
---
+
0
Fusobacterium spp.
Nasenabstrich, Aspirat
“
---
+
0
Peptostreptococcus spp.
Nasenabstrich, Aspirat
“
---
+
0
Staphylococcus aureus
Nasenabstrich
“
---
+
0
Moraxella catarrhalis
Nasenabstrich
“
---
+
0
_______________________________________________________________________
TM = Transportmedium, Mikr = Mikroskopie (+ = Keimwachstum, unspezifisch; ++ = Keimwachstum, spezifisch, +++ =
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben , ---- = Mikroskopie nicht durchgeführt, AG =
Antigennachweis, TS = Trachealsekret, BAL = bronchoalveoläre Lavage, Anaerobier.
Seite 81 von 281
_________________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
------------------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Infektionen des Oropharynx
Epiglottitis
Haemophilus influenzae b / non b Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Haemophilus parainfluenzae
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Streptococcus pneumoniae
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Staphylococcus aureus
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Pasteurella multocida
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Moraxella catarrhalis
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Bordetella pertussis
Rachenhinterwandabstr.
D
---
+
+
+
Bordetella parapertussis
Rachenhinterwandabstr.
D
---
+
+
+
Haemophilus influenzae
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Mycoplasma pneumoniae
Rachenabstrich
aerobes TM
---
0
+
+
Corynebacterium diphtheriae
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
Corynebacterium ulcerans
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Arcanobacterium haemolyticum
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Angina Plaut-Vincenti (Anaerobier) Rachenabstrich
aerobes TM
+++
0
0
0
Laryngitis
Pharyngitis, Tonsillitis
Hämolysierende Streptokokken
der Gruppen A, C und G
Toxinnachweis
Viren (Adenoviren, EBV u. a.)
Peritonsillarabszess
Streptokokken der Gr. A
Punktat
N, BK
---
+
0
0
oropharyngeale Flora
Punktat
N, BK
---
+
0
0
Tracheitis
Staphylococcus aureus
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Streptokokken der Gruppe A
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Haemophilus influenzae b
Rachenabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
__________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, Mikr = Mikroskopie (+ = Keimwachstum, unspezifisch; ++ =
Keimwachstum , spezifisch, --- = nicht durchgeführt), AK = Antikörpernachweis, TS = Trachealsekret, BAL = bronchoalveoläre
Lavage, Anaerobier, N = Nativmaterial (Transport ≤ 2 h), BK = Blutkultuflaschen.
Seite 82 von 281
1.3.6 Infektionen der Ohren
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Otitis externa
1.3.6.1
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Die Otitis externa ist eine Entzündung des äußeren Ohres und des Gehörgangs. Man unterscheidet
vier Kategorien mit unterschiedlichem Erregerspektrum (siehe Tabelle 4).
-
Akute lokalisierte Otitis externa
Pustel; Furunkel, Erysipel
-
Akute diffuse Otitis externa (swimmer’s ear)
Diffuse Entzündung, bes. in feuchtem, warmem Klima
-
Chronische Otitis externa
meist durch Drainage von Sekret aus dem Mittelohr bei beschädigtem Trommelfell
-
Maligne (invasive) Otitis externa
Nekrotisierende Infektion des Gehörgangs, bes. bei Diabetes
1.3.6.1.1
Erregerspektrum:
siehe Tabelle 4
1.3.6.1.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Bei Therapieversagen.
1.3.6.1.3
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzüchtung und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.6.1.4
Untersuchungsmaterialien:
Tupferabstriche, Spülflüssigkeit.
1.3.6.1.5
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe, Universal-Probengefäß mit blauem Verschluss.
1.3.6.1.6
Materialentnahme:
Ohrmuschel vorher desinfizieren. Mit einem Abstrichtupfer wird dann der Gehörgang rotierend
abgestrichen. Bei einem tiefen Gehörgangabstrich sollte ein Ohrtrichter verwendet werden, um eine
Kontamination mit Keimen des Außenohres zu vermeiden.
1.3.6.1.7
Lagerung und Transport:
-
Spülflüssigkeit: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
-
Abstrichtupfer bis zu 24 h bei RT.
Seite 83 von 281
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Otitis media
1.3.6.2
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Man unterscheidet die akute und die chronische Erkrankung.
1.3.6.2.1
Erregerspektrum:
siehe Tabelle 4.
1.3.6.2.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Bei Neugeborenen, bei Immunsuppression, bei Mastoiditis, bei Beteiligung der Hirnnerven oder
Schädelknochen.
1.3.6.2.3
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzüchtung und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.6.2.4
Untersuchungsmaterialien:
Tupferabstriche, Punktate
1.3.6.2.5
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe, Universal-Probengefäß mit blauem Verschluss.
1.3.6.2.6
Materialentnahme:
Siehe Kapitel 1.2.1: Untersuchungsmaterial - Abstriche
1.3.6.2.7
-
Lagerung und Transport:
Punktate: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Verimpfung in Blutkulturflaschen, dann Lagerung
bis zu 24 h bei RT.
-
Abstrichtupfer bis zu 24 h bei RT.
Seite 84 von 281
Tabelle 4:
Erregerspektrum bei Infektionen Ohren
_________________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
-----------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
__________________________________________________________________________
Otitis media
Akute Form
Streptococcus pneumoniae
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Haemophilus influenzae
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Moraxella catarrhalis
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Streptokokken der Gruppe A
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Staphylococcus aureus
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Enterobacteriaceae
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Staphylococcus aureus
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Anaerobier
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Staphylococcus aureus
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Streptokokken der Gruppe A
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Chronische Form
Otitis externa
Akute Otitis externa
Akute diffuse Otitis externa (Swimmer’s ear)
Pseudomonas aeruginosa
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Enterobacteriaceae
Ohrabstrich
aerobes TM l
---
+
0
0
Streptococcus pneumoniae
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Haemophilus influenzae
Ohrabstrich
aerobes TM
---
+
0
0
Ohrabstrich
Nativmaterial
---
+
0
0
Chronische Otitis externa
Maligne, invasive Form
Aspergillus spp.
__________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, Mikr = Mikroskopie (+ = Keimwachstum, unspezifisch; ++ = Keimwachstum , spezifisch, --- = nicht
durchgeführt), AG = Antigennachweis, TS = Trachealsekret, BAL = bronchoalveoläre Lavage, Anaerobier
Seite 85 von 281
1.3.7 Infektionen der tiefen Atemwege
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Pneumonie, Bronchitis
1.3.7.1
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.7.1.1
Erregerspektrum:
siehe Tabelle 5
1.3.7.1.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Ambulant erworbene Pneumonien, bes. mit schwerem Verlauf, bei Pneumonien von Patienten mit
Risikofaktoren wie Alter > 65 Jahre, Diabetes mellitus oder anderen schweren Grunderkrankungen
sowie bei Immunsuppression, bei nosokomialen Pneumonien, bei Pneumonien mit persistierenden
Infiltraten oder bei Therapieversagen, bei Patienten mit rezidivierenden Bronchitiden oder
Atemwegsinfektionen sowie zur Erfassung resistenter Erreger.
1.3.7.1.3
Untersuchungsmethode:
-
Kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate („typische Pneumonieerreger“)
-
DNA-Nachweis mittels PCR („atypische Pneumonieerreger“).
1.3.7.1.4
Probengefäße:
Sputumröhrchen
1.3.7.1.5
1.3.7.1.5.1
Untersuchungsmaterialien:
Sputum:
Siehe Kapitel 1.2.2: Untersuchungsmaterial - Material aus den Atemwegen
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
1.3.7.1.5.2
Induziertes Sputum:
Siehe Kapitel 1.2.2: Untersuchungsmaterial - Material aus den Atemwegen
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
1.3.7.1.5.3
Trachealsekret/ Bronchialsekret:
Tracheal- und Bronchialsekret ist ein wertvolleres Material als Sputum und sollte immer dann
gewonnen werden, wenn die Gewinnung einer BAL nicht möglich ist.
Die Materialien sind geeignet zum Nachweis von:
-
schnell wachsenden Bakterien
-
Sprosspilzen, Schimmelpilzen
-
Mycobacterium spp. (suboptimal, BAL besser)
-
Legionella spp. (suboptimal)
-
Mycoplasma
pneumoniae
(suboptimal),
Chlamydophila
pneumoniae,
Chlamydia
trachomatis bei Säuglingen (suboptimal)
-
Nocardia spp., Aktinomyzeten
Seite 86 von 281
-
Anaerobiern bei Aspirationspneumonie (suboptimal).
Materialentnahme:
Siehe Kapitel 1.2.2: Untersuchungsmaterial - Material aus den Atemwegen.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
1.3.7.1.5.4
Broncho-alveoläre Lavage (BAL)
Die BAL ist das geeignetste Material für die Pneumonie-Diagnostik und gilt als beste Methode
zum Nachweis alveolärer oder in den terminalen Bronchioli ablaufenden Infektionen. Es
werden
alle ätiologisch
bedeutsamen Keime quantitativ erfasst; das
Risiko einer
Kontamination mit Keimen der Normalflora ist mit dieser Methode am geringsten; weiterhin
kann die Kontaminationsrate durch Verwerfen der ersten Sekretportion gesenkt werden.
Materialentnahme:
Siehe Kapitel 1.2.2: Untersuchungsmaterial - Material aus den Atemwegen.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
Interpretation:
Bei
der
mikroskopischen Untersuchung
der
BAL-Flüssigkeit spricht ein Anteil an
Plattenepithelzellen von mehr als 1% an der Gesamtheit der nachweisbaren Zellen für eine
4
erhebliche Kontamination der Probe! Keimzahlen ≥ 10 KBE/ml sprechen für eine Pneumonie.
Die
pathogenen
Keime
sollten
in
höheren
Konzentrationen
vorliegen
als
die
Kontaminationskeime der Normalflora.
1.3.7.1.5.5
Nasopharyngeale Absaugung:
Siehe Kapitel 1.2.2: Untersuchungsmaterial - Material aus den Atemwegen.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
1.3.7.1.5.6
Pleurapunktat:
Siehe Kapitel 1.2.8: Untersuchungsmaterial - Punktate
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Verimpfung in Blutkulturflaschen, dann Lagerung bis zu 24
h bei RT..
1.3.7.1.5.7
Magensaft:
Siehe Kapitel 1.2.2: Untersuchungsmaterial - Material aus den Atemwegen
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
1.3.7.1.5.8
Blutkulturen:
Da Pneumonien häufig Bakteriämien verursachen, sollten stets Blutkulturen abgenommen
werden (siehe Kapitel 1.2.4: Untersuchungsmaterial - Blutkulturen).
1.3.7.1.6
Transport und Lagerung (allgemeine Aspekte):
Sekrete aus dem Oropharynx können bis auf wenige Ausnahmen (Mykoplasmen, Chlamydien) nicht
durch Transportsysteme geschützt werden.
Seite 87 von 281
Die empfohlenen Transportzeiten und Lagerungsbedingungen müssen strikt eingehalten werden, da
nur dann ein Absterben empfindlicher Mikroorganismen sowie die Überwucherung oder Hemmung
ätiologisch wichtiger Erreger durch Keime der Normalflora weitgehend verhindert werden kann.
1.3.7.1.7
Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird nach 3 Tagen erstellt.
1.3.7.1.8
Interpretation:
Die Untersuchung von Tracheal- und Bronchialsekret hat eine hohe Sensitivität, aber eine geringe
Spezifität für bakterielle Pneumonieerreger. Mikroorganismen der Normalflora, zu denen in geringen
Keimzahlen auch die pathogenen Pneumonieerreger wie Pneumokokken gehören, besiedeln unter
Beatmungsbedingungen auch den oberen und unteren Respirationstrakt und sind schwer von den
ätiologisch bedeutsamen Pneumonieerregern zu unterscheiden. Die nachgewiesenen pathogenen
Keime verursachen nicht in jedem Fall eine Pneumonie. Eine antibiotische Therapie sollte deshalb nur
bei vorliegenden klinischen oder radiologischen Zeichen durchgeführt werden. Weiterhin dürfen
potentielle andere Infektionsloci nicht vernachlässigt werden.
Da die Kontaminationsgefahr mit Keimen der Normalflora bei der BAL geringer ist, weist die
4
Untersuchung eine hohe Spezifität auf: 10 Keime/ml sprechen bei entsprechender klinischer
Symptomatik für den ätiologisch bedeutsamen Pneumonieerreger.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.7.2
Lungenabszess
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.7.2.1
Erregerspektrum:
Pneumokokken, S. aureus, Klebsiellen, Anaerobier (Tabelle 5).
1.3.7.2.2
Indikation zur mikrobiologischen Diagnostik:
V. a. Lungenabszess
1.3.7.2.3
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzüchtung und Resistenzbestimmung der Erreger, DNA-Nachweis mittels PCR.
1.3.7.2.4
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Schraubdeckelverschluss
1.3.7.2.5
Materialentnahmenahme:
-
Abszessmaterial sollte punktiert oder aspiriert werden, Abstriche sind ungeeignet.
-
Um ein Austrocknen zu verhindern, sollte vor allem Biopsiematerial in wenig Ringerlösung (ca. 1
ml) überführt werden.
Seite 88 von 281
1.3.7.2.6
Transport:
≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport Verimpfung in Blutkulturflaschen, dann bis zu 24 bei RT;
Biopsate können nicht gelagert werden, sondern müssen sofort transportiert werden.
1.3.7.2.7
Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird nach 3 Tagen erstellt.
1.3.7.2.8
Interpretation:
Der Nachgewiesenen Erreger entspricht in der Regel dem Infektionserreger.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.7.3
Cystische Fibrose
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Die Mukoviszidose ist eine autosomal rezessiv vererbte Erkrankung (Mutation im Cystic-FibrosisTransmembrane-Conductance-Regulator-Gen),
die
zu
einer
generalisierten
Störung
des
sekretorischen Epithels aller exokrinen Drüsen führt. Im Respirationstrakt wird ein sehr zäher Schleim
produziert, der die Selbstreinigungsfunktion der Alveolen beeinträchtigt. Es siedeln sich Bakterien an,
die zu chronischen Entzündungen und zu einem Umbau des Lungengewebes führen.
1.3.7.3.1
Erregerspektrum:
S. aureus, H. influenzae, P. aeruginosa, Burkholderia-Komplex, Nonfermenter.
1.3.7.3.2
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzüchtung mit Resistenzbestimmung der Isolate (Agardiffusionstest, MHK-Bestimmung),
Sequenzierung bei unklaren Ergebnissen.
1.3.7.3.3
Probengefäße:
Sputumröhrchen
1.3.7.3.4
Untersuchungsmaterialien:
Sputum, Bronchialsekret, BAL (mindestens 1 ml), Rachenabstrich bei Kleinkindern.
1.3.7.3.5
Lagerung und Transport:
Wegen der quantitativen Auswertung der Untersuchungsmaterialien ist ein sofortiger Transport bei
Raumtemperatur notwendig.
Seite 89 von 281
1.3.7.3.6
Dauer der Untersuchung:
Die Untersuchung ist langwierig und kann bis zu 1 Woche dauern. Das besondere Erregerspektrum,
das durch seltene und langsam wachsende und schwer differenzierbare Erreger gekennzeichnet ist,
verlangt spezielle Anlage- und Differenzierungsmethoden sowie persönliche Erfahrung. Von allen
relevanten Keimen wird die minimale Hemmkonzentration (MHK) bestimmt.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.7.4
Infektionen mit seltenen Erregern
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Actinomyces spp.
-
Aspergillus spp.
-
Bacillus anthracis
-
Bordetella spp.
-
Candida spp.
-
Chlamydophila pneumoniae
-
Chlamydophila psittaci
-
Chlamydia trachomatis
-
Coxiella burnetii
-
Legionella spp.
-
Mycoplasma pneumoniae
-
Mycobacterium tuberculosis und MOTT
-
Nocardia spp.
-
Pneumocystis jirovecii
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Seite 90 von 281
Tabelle 5: Erregerspektrum bei Infektionen der tiefen Atemwege
(alle aufgelisteten Erreger sind im Rahmen der üblichen mikrobiologischen Diagnostik nachweisbar)
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
--------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Pneumonie
Ambulant erworbene Pneumonie
häufige Erreger:
Streptococcus pneumoniae
Sputum, TS, BAL, BK
N
Haemophilus influenzae
Sputum, TS, BAL , BK
Moraxella catarrhalis
+
+
0
0
0
N
+
0
0
0
Sputum, TS, BAL , BK
N
+
0
0
0
Klebsiella pneumoniae
Sputum, TS, BAL , BK
N
+
0
0
0
Legionella pneumophila
Sputum, BAL, TS
N
+
0
+
0
Urin
N
Mycoplasma pneumoniae
BAL, TS, Rachenabstrich
N
0
0
+
+
Chlamydia pneumoniae
BAL, TS
N
0
0
+
+
Bordetella pertussis
Nasopharyngealsekret
D
+
0
+
+
Coxiella burnetii
Serum
N
0
0
0
+
Nocardia asteroides
Sputum, TS, BAL
N
+
+
0
0
0
Actinomyces spp.
Sputum, TS, BAL
N
++
+
0
0
0
Chlamydia trachomatis
TS, Rachenabstr.
N
0
0
0
+
+
Sputum, BK
N
+
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
BAL, TS, Sputum, BK
N
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
BAL, TS, Sputum, BK
N
+
0
0
0
Klebsiella pneumoniae
BAL, TS, Sputum, BK
N
+
0
0
0
Candida albicans
BAL, TS, Sputum, BK
N
++
0
0
+
0
Aspergillus spp.
BAL, TS, Sputum
N
++
0
0
+
+
Legionella spp.
BAL, TS, Sputum
N
(+)
+
0
0
Urin
N
+
seltene Erreger:
(bei Neu- und Frühgeborenen)
Bacillus anthracis (Anthrax)
Objektträger
(bei Kontakt mit Weidetieren)
Nosokomiale Pneumonie
+
__________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial (Transport < 2 h), Mikr = Mikroskopie (+ =
Keimwachstum, unspezifisch; ++ = Keimwachstum , spezifisch), AG = Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, TS =
Trachealsekret, BAL = bronchoalveoläre Lavage, BK = Blutkultur, Anaerobier
Seite 91 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
-------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
nach Auslandsaufenthalt
Francisella tularensis (!)
Sputum, BK
Speziallabor für Keime der Risikogruppe 3
Sputum
Speziallabor für Keime der Risikogruppe 3
BAL, TS, Biopsat
N
+
+
0
0
+
BAL, TS, Biopsat
N
+
+
0
0
+
BAL, TS, Biopsat
N
+
+
0
0
+
BAL, TS, Biopsat
N
+
+
0
0
+
Pseudomonas aeruginosa
BAL, TS, Sputum, BK
N
+
0
0
0
Klebsiella pneumoniae
BAL, TS, Sputum, BK
N
+
0
0
0
Enterobacter spp.
BAL, TS, Sputum, BK
N
+
0
0
0
Proteus spp.
BAL, TS, Sputum, BK
N
+
0
0
0
Morganella morganii
BAL, TS, Sputum, BK
N
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
BAL, TS, Sputum, BK
N
+
0
0
0
Streptococcus pneumoniae
Sputum, TS, BAL, BK
N
+
0
0
0
Nocardia asteroides
Sputum, TS, BAL
N
+
0
0
0
Legionella spp.
BAL, TS, BAL, Serum
N
+
0
+
+
(USA, [Missouri, Arkansas,
Oklahoma], Asien)
Pseudomonas pseudomallei (!)
(Südostasien, Nordaustralien)
Histoplasma capsulatum (!)
(USA [Ohio, Mississippi, Missouri],
Afrika, Mittel- und Südamerika)
Blastomyces dermatitidis (!)
(USA [Ohio, Mississippi]), Indien,
Zentral- und Südamerika, Mittelasien
Coccidioides immitis (!)
(USA [Südwest], Mexiko)
Paracoccidioides brasiliensis (!)
(Südamerika, bes. Brasilien)
bei Immunsuppression
++
Urin
N
Mycobacterium tuberculosis (!)
Sputum, TS, BAL
N
++
+
+
0
+
0
M. avium intracellulare
Sputum, TS, BAL
N
++
+
0
0
0
Candida spp.
TS, BAL , BK
N
++
+
0
+
+
Aspergillus fumigatus
BAL, TS, Sputum
N
++
+
+
+
+
Pneumocystis carinii
BAL
N
+++
0
0
+
0
__________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial (Transport < 2 h), Mikr = Mikroskopie (+ =
Keimwachstum, unspezifisch; ++ = Keimwachstum , spezifisch, +++ = Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische
Diagnose erlauben), AG = Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, TS = Trachealsekret, BAL = bronchoalveoläre Lavage,
BK = Blutkultur, Anaerobier, (!) = Keime der Risikogruppe 3
Seite 92 von 281
________________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Aspirationspneumonie
Aerobier (wie amb. Pneumonie)
BAL, Biopsie
N
+
0
0
0
Peptostreptococcus spp.
BAL, Biopsie
N
+
0
0
0
Fusobacterium spp.
BAL, Biopsie
N
+
0
0
0
Prevotella melaninogenica
BAL, Biopsie
N
+
0
0
0
Porphyromonas spp.
BAL, Biopsie
N
+
0
0
0
Streptococcus pneumoniae
Punktat, Biopsie
N
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Sputum, TS, BAL
N
+
0
0
0
Streptococcus pneumoniae
Sputum, TS, BAL
N
+
0
0
0
Moraxella catarrhalis
Sputum, TS, BAL
N
+
0
0
0
Klebsiella spp.
Sputum, TS, BAL
N
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Sputum, TS, BAL
N
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Sputum, TS, BAL
N
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Sputum, TS, BAL
N
+
0
0
0
Burkholderia cepacia-Komplex
Sputum, TS, BAL
N
+
0
0
0
Stenotrophomonas maltophilia
Sputum, TS, BAL
N
+
0
0
0
Candida spp.
Sputum, TS, BAL
N
+
0
0
0
Aspergillus fumigatus
Sputum, TS, BAL
N
+
+
0
0
+
0
0
0
Bronchitis
CF
Kinder
Jugendliche
+
Lungenabszess
Peptostreptococcus spp.
Punktat, Biopsie
Fusobacterium nucleatum
Punktat, Biopsie
“
+
0
0
0
Prevotella melaninogenica
Punktat, Biopsie
“
+
0
0
0
Bacteroides fragilis Gruppe
Punktat, Biopsie
“
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Punktat, Biopsie
“
+
0
0
0
Klebsiella pneumoniae
Punktat, Biopsie
“
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Punktat, Biopsie
“
+
0
0
0
anaerobes TM
_______________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial (Transport < 2 h), Mikr = Mikroskopie (+ =
Keimwachstum, unspezifisch; ++ = Keimwachstum , spezifisch, +++ = Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische
Diagnose erlauben), AG = Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, TS = Trachealsekret, BAL = bronchoalveoläre Lavage,
BK = Blutkultur, Anaerobier, (!) = Keime der Risikogruppe 3
Seite 93 von 281
1.3.8 Infektionen am Auge
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.8.1
Konjunktivitis, Blepharitis, Dakryoadenitis, Dakryozystitis, Infektionen
der Orbita
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.8.1.1
Erregerspektrum:
Siehe Tabelle 6.
1.3.8.1.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Eine kulturelle und zytologische Untersuchung ergibt sich bei jeder Entzündung am Auge.
1.3.8.1.3
Untersuchungsmethode:
Kultur und Resistenzbestimmung der Isolate
1.3.8.1.4
Untersuchungsmaterialien:
Augenabstrich, Bindehautabstrich.
1.3.8.1.5
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit oranger Kappe.
1.3.8.1.6
Materialentnahme:
Die Probenentnahme sollte nach Möglichkeit unter sterilen Kautelen vor Anwendung von
Lokalanästhetika und insbesondere von Lokalantibiotika sowie beim Nachweis von Chlamydien vor
Fluoreszein-Applikation erfolgen.
Die Abstriche werden durch Auswischen des unteren Konjunktivalsacks mit sterilen Dacrontupfern, die
vorher mit einem flüssigen Transportmedium befeuchtet worden sind, gewonnen. Auch wenn nur ein
Auge entzündet ist, sollten stets beide Augen abgestrichen werden (ein Abstrich dient zur Kontrolle).
1.3.8.1.7
Lagerung und Transport:
bis zu 24 h bei RT.
1.3.8.1.8
-
Infektionen mit seltenen Erregern:
Viren: Adenoviren bei Keratokonjunktivitis epidemica, HSV bei Herpes-simplex-Keratitis, VZV bei
Zoster ophthalmicus, CMV; die Diagnostik wird im Institut für Virologie durchgeführt.
Toxocara canis oder Toxocara cati sowie Toxoplasma gondii: Antikörpernachweis
Neisseria gonorrhoeae: Bindehautabstrich auf einem Nährmediumträger (Go-Slide)
Chlamydia trachomatis: Bindehautabstrich (Probenröhrchen mit oranger Kappe für den DNANachweis).
Seite 94 von 281
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.8.2
Keratitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Die Keratitis ist eine meist durch lokale Verletzung ausgelöste Entzündung der Hornhaut.
1.3.8.2.1
Erregerspektrum:
Siehe Tabelle 6.
1.3.8.2.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Eine kulturelle und zytologische Untersuchung ergibt sich bei jeder Entzündung am Auge.
1.3.8.2.3
Untersuchungsmethode:
Kultur und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.8.2.4
Untersuchungsmaterialien:
Hornhautabstrich, Hornhautgeschabsel.
1.3.8.2.5
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
1.3.8.2.6
Materialentnahme:
Bei Entzündungen der Hornhaut wird Hornhautgeschabsel mit speziellen Schabern gewonnen und mit
wenig physiologischer Kochsalzlösung versetzt.
1.3.8.2.7
Lagerung und Transport:
≤ 1 h bei RT, eine längere Lagerung ist nicht möglich.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.8.3
Kontaktlinsen-Keratitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.8.3.1
Erregerspektrum:
Siehe Tabelle 6.
1.3.8.3.2
Untersuchungsmethode:
Kultur und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.8.3.3
Untersuchungsmaterial:
Kontaktlinsenaufbewahrungsflüssigkeit, Kontaktlinse.
B. V. a. Acanthamöben-Keratitis entsprechende Diagnostik anfordern!
Seite 95 von 281
1.3.8.3.4
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss oder Kontaktlinsenbehälter
1.3.8.3.5
Materialentnahme:
-
Hände sorgfältig desinfizieren
-
Transportgefäß vorbereiten und mit wenig steriler Kochsalzlösung füllen
-
Kontaktlinse aus dem Auge entfernen und vorsichtig in das Transportgefäß fallen lassen.
1.3.8.3.6
Lagerung und Transport:
≤ 2 bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.8.4
Endophthalmitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Eine Endophthalmitis ist eine schwere Infektion der Augenkammer und der intraokularen Gewebe
(Uvea, Retina). Die Symptome treten bei bakterieller Ursache meist innerhalb von 72h nach iatrogener
oder traumatischer Verletzung des Auges auf. Man unterscheidet die post-chirurgische, die posttraumatische und die endogene (hämatogene) Entzündung.
1.3.8.4.1
Erregerspektrum:
Siehe Tabelle 6.
1.3.8.4.2
Untersuchungsmethode:
Kultur und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.8.4.3
Probengefäße:
Redonflaschen aus dem OP, sterile Spritzen.
1.3.8.4.4
Materialentnahme:
Die Materialentnahme erfolgt intraoperativ (siehe Kapitel IV: Untersuchungsmaterial- Punktate).
1.3.8.4.5
Lagerung und Transport:
≤ 1 h bei RT; eine Zwischenlagerung ist nicht möglich! Die Materialien dürfen nicht eingefroren werden
und nur kurzzeitig bei 4°C aufbewahrt werden. Bei Endophthalmitis sollte außerhalb der Dienstzeiten
der zuständige Mikrobiologe verständigt werden (Tel. Dienst-Handy 0172 – 6633567).
1.3.8.4.6
Interpretation:
Die Konjunktiven sind häufig mit Keimen der physiologischen Hautflora und bei Kindern mit der Flora
des Oropharynx besiedelt. Die Wertung eines nachgewiesenen Erregers als kausalen Keim für die
Infektion ist daher schwierig. Dagegen kann bei Endophthalmitis jedem nachgewiesenen Erreger eine
ätiologische Bedeutung zukommen.
Seite 96 von 281
Tabelle 6:
Erregerspektrum bei Infektionen am Auge
(alle aufgelisteten Erreger sind im Rahmen der üblichen mikrobiologischen Diagnostik nachweisbar)
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Infektionen der Konjunktiva
Eitrige Konjunktivitis bei Neugeborenen
Neisseria gonorrhoeae
Abstrich
D
---
+
0
0
0
Chlamydia trachomatis
Abstrich
N
---
0
0
+
+
Objektträger
Immunfluoreszenz
Akute Konjunktivitis
Staphylococcus aureus
Abstrich
aerobes TM
---
+
0
0
0
Streptokokken der Gruppe A
Abstrich
„
---
+
0
0
0
Streptococcus pneumoniae
Abstrich
„
---
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Abstrich
„
---
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Abstrich
„
---
+
0
0
0
Bartonella henselae (externe Untersuchung)
Abstrich
„
---
0
0
+
0
Chlamydia trachomatis
Abstrich
„
---
0
0
+
0
Objektträger
Immunfluoreszenz
Chronische Konjunktivitis
Moraxella lacunata
Abstrich
aerobes TM
---
+
0
0
0
Staphylococcus spp.
Abstrich
„
---
+
0
0
0
C. trachomatis
Abstrich
„
---
0
0
+
0
0
+
0
Objektträger
Immunfluoreszenz
Infektionen der Retina
Toxoplasma gondii
Abstrich
N
0
0
Serum
+
Candida spp.
Abstrich
N
++
+
0
0
0
Borrelia burgdorferi
Abstrich
N
---
0
0
+
0
Toxocara canis
Abstrich
N
+++
0
0
0
0
Orbitainfektion/Orbitalphlegmone
Staphylococcus aureus
Abstrich
aerobes TM
---
+
0
0
0
Peptostreptococcus spp.
Abstrich
„
---
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Abstrich
„
---
+
0
0
0
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich; Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen
allgemein, ++ =
Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++ =
techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
Spezialfärbungen, -
nicht durchgeführt), AG = Antigennachweis, AK =
Antikörpernachweis, Anaerobier
Seite 97 von 281
_________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
-------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Orbitalphlegmone
Haemophilus influenzae
Abstrich
„
---
+
0
0
0
Mycobacterium spp.
Abstrich
N
++
+
0
0
0
Zygomycetes
Abstrich
N
++
+
0
0
0
Aspergillus spp.
Abstrich
N
++
+
0
0
0
Echinococcus spp.
Abstrich
N
0
0
0
0
+
Infektionen des Tränenkanals
Dakryoadenitis (Tränendrüse)
Staphylococcus aureus
Abstrich
aerobes TM
---
+
0
0
0
Streptococcus pneumoniae
Abstrich
aerobes TM
---
+
0
0
0
aerobes TM
Haemophilus influenzae
Abstrich
---
+
0
0
0
Neisseria gonorrhoeae
Abstrich
D
++
+
0
0
0
*Mycobacterium tuberculosis (!)
Abstrich
N
++
+
0
+
0
Canaliculitis (Tränenkanal)
*Actinomyces israelii
Abstrich
aerobes TM
++
+
0
0
0
Streptococcus spp.
Abstrich
aerobes TM
---
+
0
0
0
Candida spp.
Abstrich
N
++
+
0
0
0
Aspergillus spp.
Abstrich
N
++
+
0
0
0
Dakryozystitis (Tränensack)
Streptococcus pneumoniae
Abstrich
aerobes TM
---
+
0
0
0
Streptococcus pyogenes
Abstrich
“
---
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Abstrich
“
---
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Abstrich
“
---
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Abstrich
“
---
+
0
0
0
Candida albicans
Abstrich
N
++
+
0
0
0
Aspergillus spp.
Abstrich
N
++
+
0
0
0
Infektionen des Augenlides
Blepharitis
Staphylococcus aureus
Abstrich
aerobes TM
---
+
0
0
0
Streptococcus spp.
Abstrich
“
---
+
0
0
0
Moraxella catarrhalis
Abstrich
“
---
+
0
0
0
_______________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich; Mikr = Mikroskopie (+ =
Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++
= Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- = nicht durchgeführt), AG =
Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier, (!) = Keime der Risikogruppe 3, * = langsames Wachstum
Seite 98 von 281
_________________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
-------------------------------------------TM
Mikro
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Hordeolum
Staphylococcus aureus
Abstrich
---
+
0
0
0
anaerobes TM ---
aerobes TM
Lidabszess/Phlegmone
Streptococcus spp.
Abstrich
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Abstrich
„
---
+
0
0
0
Anaerobier
Abstrich
„
---
+
0
0
0
Staphylococcus spp.
Abstrich
aerobes TM
---
+
0
0
0
Streptococcus pneumoniae
Abstrich
„
---
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Abstrich
“
---
+
0
0
0
Bacillus cereus
Abstrich
“
---
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Abstrich
“
---
+
0
0
0
Moraxella lacunata
Abstrich
“
---
+
0
0
0
Mycobacterium fortuitum
Abstrich
N
++
+
0
0
0
Mycobacterium chelonei
Abstrich
N
++
+
0
0
0
Anaerobier
Abstrich
---
+
0
0
0
Fusarium solani
Abstrich
N
+
+
0
0
0
Candida albicans
Abstrich
N
++
+
0
0
0
Aspergillus fumigatus
Abstrich
N
++
+
0
0
0
Alternaria spp.
Abstrich
N
+
+
0
0
0
Acremonium spp.
Abstrich
N
+
+
0
0
0
Acanthamoeba spp.
Abstrich
N
+++
0
0
0
0
Staphylococcus epidermidis-Gruppe
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Streptococcus spp.
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Infektionen der Cornea
Keratitis
anaerobes TM
Viren (Adenoviren, HSV, VZV, CMV)
Endophthalmitis
Exogen/nach Katarakt-OP
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, AG = Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier, Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von
Mikroorganismen allgemein, ++ =
Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++ =
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- = nicht durchgeführt), N = Nativ (Transport <2
h)
Seite 99 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
-------------------------------------------TM
Mikro
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Endophthalmitis
Exogen/linsenloses Auge
Propionibacterium spp.
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Streptococcus pneumoniae
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Streptokokken der Viridansgruppe
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Bacillus cereus, Bacillus spp.
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Koagulasenegative Staphylokokken
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Candida spp.
Aspirat
N
++
+
0
+
0
Aspergillus fumigatus
Aspirat
N
++
+
0
+
0
Aspergillus flavus
Aspirat
N
++
+
0
0
0
Acremonium spp.
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Penicillium spp.
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Mucor
Aspirat
N
++
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Neisseria meningitidis
Aspirat
N
++
+
0
0
0
Streptococcus spp.
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Nocardia asteroides
Aspirat
N
+
+
0
0
0
Candida albicans
Aspirat
N
++
+
0
+
0
Exogen/Bläschen
Exogen/posttraumatisch
Endogen
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich (Transport < 2 h); Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von
Mikroorganismen allgemein, ++ =
Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++ =
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- = nicht durchgeführt), AG = Antigennachweis,
AK = Antikörpernachweis, Anaerobier
Seite 100 von 281
1.3.9 Infektionen der Haut und der Weichgewebe, postoperative
Wundinfektionen, Abszesse innerer Organe
1.3.9.1
Erregerspektrum:
siehe Tabelle 7.
1.3.9.2
Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Die Indikation zur mikrobiologischen Untersuchung ergibt sich bei primären Haut-, Weichgewebe-,
Knochen-
oder
Gelenkinfektionen,
bei
Abszessen,
bei
infizierten
traumatischen
Wunden,
Bissverletzungen und Zysten sowie bei operativ eröffneten Körperhöhlen.
1.3.9.3
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.9.4
Untersuchungsmaterial:
1.3.9.4.1
Eiter, Sekrete, Abszesse, Empyem, Gangrän, Pusteln, Bläschen, Punktate
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Schraubverschluss.
Materialentnahme und Transport:
-
perkutane Punktion und Sekretaspiration mit einer Spritze unter aseptischen
-
Bedingungen (ein Tupferabstrich besitzt wenig Wert)
Transportmodus 1 oder 2, bei längerem Transport erfolgt Transportmodus 3
-
bei Abszessspaltung Entnahme von Abszessinhalt mit chirurgischem Löffel
Transportmodus 1
-
bei exsudatarmen Prozessen
Aspiration vom Grund der Läsion mit Tuberkulinspritze
nach Entfernen der Kanüle und Verschließen der Spritze, Transportmodus 1, 2, ggf. 3
-
bei intraoperativer Entnahme sollte zusätzlich eine Probe von Granulationsgewebe
eingesandt werden, Transportmodus 1.
1.3.9.4.2
Fisteln
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Schraubverschluss.
Materialentnahme und Transport:
Öffnung desinfizieren, Katheter zur Aspiration oder Gewebekürettage im Fistelgang einführen
und Untersuchungsmaterial entnehmen, Transportmodus 1.
1.3.9.4.3
Ulzerationen, Wunden, Bisswunden
Die Materialentnahme bei Bisswunden sollte nicht unmittelbar nach dem Biss erfolgen,
sondern erst dann, wenn die ersten Entzündungsreaktionen auftreten, i. d. Regel nach 12 h.
Probengefäße:
Universal-Probengefäß mit blauem Schraubverschluss, Universal-Abstrichtupfer mit blauem
Verschluss.
Seite 101 von 281
Materialentnahme und Transport:
Wundränder desinfizieren, oberflächlich Schorf abheben, ggf. Wundgrund kürettieren, evtl.
vorhandenes Exsudat mit steriler Spritze aspirieren oder mit sterilem Abstrichtupfer
entnehmen, Transportmodus 2 oder 3.
1.3.9.4.4
Phlegmonöse Prozesse
Probengefäße:
Universal-Probengefäß mit blauem Schraubverschluss.
Materialentnahme und Transport:
Desinfektion Hautoberfläche, Probeexzision aus Rand der Entzündung, Transportmodus 1.
1.3.9.4.5
Chronisch granulomatöse Prozesse, Aktinomykose, Myzetome, Osteomyelitis
Probengefäße:
Universal-Probengefäß mit blauem Schraubverschluss, Universal-Abstrichtupfer mit blauem
Verschluss.
Materialentnahme und Transport:
Gewebe, Punktat oder Biopsat ggf. in physiologischer Kochsalzlösung aufnehmen, bei
Verdacht auf Aktinomykose keine Kochsalzlösung, sondern Ringerlösung verwenden,
Transportmodus 1.
1.3.9.5
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
1.3.9.6
Lagerung und Transport :
Die Untersuchungsproben müssen innerhalb von 2 h ins Labor gebracht werden, da jede Art der
Lagerung die Ausbeute verringert. Falls dies nicht möglich ist, können die Proben bei 4°C gelagert
werden. Dabei muss man sich aber im Klaren sein, dass empfindliche Keime bei einer Lagerung bei
4°C absterben. Daher sollten flüssige Untersuchungsmaterialien bei längerem Transport in
Blutkulturflaschen verimpft werden.
Transportmodus 1:
Der Transport erfolgt in sterilen leeren Gefäßen (Universal-Röhrchen mit blauem Schraubverschluss),
ggf. mit Zusatz von wenig physiologischer Kochsalzlösung, um ein Austrocknen der Proben zu
vermeiden. Diese Aufbewahrungsart erfordert einen sofortigen Transport, eine Lagerung ist nicht
erlaubt!
Transportmodus 2:
Diese Aufbewahrungsart erfordert sofortigen Transport, eine Lagerung ist nicht erlaubt! Falls dies
nicht möglich ist, müssen flüssige Untersuchungsmaterialien in Blutkulturflaschen verimpft werden.
Transportmodus 3:
Der Transport erfolgt in Medien für anspruchsvoll wachsende Keime oder für Anaerobier
(Thioglykolatlösung) oder in Abstrichtupfern mit Transportmedium (Abstrichtupfer mit blauer Kappe).
Diese Aufbewahrungsart erlaubt eine Transportzeit von mehr als 2 h, maximal 24 h bei 4°C;
Anaerobier müssen bei Zimmertemperatur aufbewahrt werden.
Seite 102 von 281
1.3.9.7
Fehler bei der Materialgewinnung und dem Materialtransport:
-
Kontamination mit Begleitkeimen aus der Umgebung der Wunde
-
Gewinnung von zu wenig Material
-
Absterben empfindlicher Keime am trockenen Tupfer
-
Entnahme unter antibiotischer Therapie
-
zu lange Lagerungs- oder Transportzeiten
-
bei zu kühler Lagerung: Absterben sensibler Keime
-
bei Lagerung in der Wärme: Überwucherung durch schnellwachsende Mikroorganismen.
1.3.9.8
Dauer der Untersuchung:
Bei der Untersuchung auf aerobe Bakterien wird ein negativer Befund nach 3 Tagen, bei der
Untersuchung auf anaerobe Bakterien und Pilze nach 7 Tagen erstellt.
1.3.9.9
Interpretation:
Bei exakter Abnahme der Untersuchungsmaterialien ist das Risiko der Kontamination durch die
Normalflora der Haut bzw. der Schleimhäute gering, so dass die isolierten Erreger als relevant zu
betrachten sind.
1.3.9.10 Infektionen mit seltenen Erregern:
Aeromonas hydrophila (nach Kontakt mit Brackwasser)
Bacillus anthracis (Anthrax)
Bartonella spp. (Kratzwunden durch Katzen)
Capnocytophaga canimorsus (bei Hundebissen)
Corynebacterium diphtheriae (Hautdiphtherie)
Erysipelothrix rhusiopathiae (Schweinerotlauf)
Francisella tularensis (Tularämie)
Mycobacterium marinum ( v. a. in Aquarien)
Mycobacterium tuberculosis und MOTT
Sporothrix schenckii
(Hautwunden bei Gärtnern, Landwirten, Baumschulen, v. a. in den
Tropen und Subtropen, selten in Mittelmeerländern)
Vibrio vulnificus (nach Kontakt mit Salzwasser)
Seite 103 von 281
Tabelle 7:
Erregerspektrum bei Infektionen der Haut und der Weichgewebe
(alle aufgelisteten Erreger sind im Rahmen der üblichen mikrobiologischen Diagnostik nachweisbar)
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Infektionen der Haut und Weichgewebe
Erysipel
Streptokokken der Gruppen A-G
Abstrich
Staphylococcus aureus
Abstrich
Biopsie
---
+
0
0
0
„
---
+
0
0
0
N
---
0
0
+
0
aerobes TM
Erythema migrans/chronicum
Borrelia burgdorferi, B. garinii, B. afzelii
Serum
+
Folliculitis
Staphylococcus aureus
Abstrich
aerobes TM
---
+
0
0
0
Abstrich
aerobes TM
---
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Abstrich
aerobes TM
---
+
0
0
0
Streptokokken der Gruppe A
Abstrich
aerobes TM ---
+
0
0
0
+
0
0
0
+
0
0
0
+
0
0
0
0
0
0
Furunkel/Karbunkel
Staphylococcus aureus
Impetigo und Ecthyma
Myositis
Staphylococcus aureus
Punktat, Biopsie
N
Streptococcus spp.
Punktat, Biopsie
N
Clostridium perfringens
Punktat, Biopsie
N
++
Nekrotisierende Fasciitis
Streptokokken der Gruppe A
Abstrich
aerobes TM +
Panaritium
Streptococcus pyogenes
Sekret, Abstrich aerob. TM
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Sekret, Abstrich aerob. TM
+
0
0
0
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich (Transport < 2 h); Mikr =
Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ =
Zuordnung möglich, +++ =
Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht
durchgeführt), AG = Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, * = langsames Wachstum, Anaerobier
Seite 104 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Zellulitis/Phlegmone
häufige Erreger:
Streptokokken der Gruppe A
Biopsie
N
+
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Biopsie
N
+
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Biopsie
N
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Biopsie
N
+
0
0
0
Clostridium spp.
Biopsie
N
++
+
0
0
0
Bacillus anthracis
Biopsie
N
++
+
0
0
0
Pasteurella multocida
Biopsie
N
+
0
0
0
Erysipelothrix spp.
Biopsie
N
+
0
0
0
Aeromonas hydrophila
Biopsie
N
+
0
0
0
Vibrio vulnificus
Biopsie
N
+
0
0
0
*Mycobacterium spp.
Biopsie
N
+
0
+
0
Staphylococcus aureus
Abstrich
aerobes TM
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Abstrich
„
+
0
0
0
Clostridium spp.
Abstrich
„
+
0
0
0
+
0
0
0
seltene Erreger:
++
Wundinfektionen
nach Trauma
+
Chronisch, ulzerierend bei Diabetes, AVK
S. aureus
Abstrich
Clostridium spp.
Abstrich
„
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Abstrich
„
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Abstrich
„
+
0
0
0
Aeromonas hydrophila (Brackwasser)
Abstrich
N
+
0
0
0
Mycobacterium marinum (Aquarium)
Biopsie
N
+
0
0
0
Vibrio vulnificus (Salzwasser)
Abstrich
N
+
0
0
0
aerobes TM
+
nach Kontakt mit Wasser
+
_________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich (Transport < 2 h); Mikr = Mikroskopie (+ =
Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++
=
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht durchgeführt), AG =
Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, * = langsames Wachstum, Anaerobier
Seite 105 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
---------------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Postoperative Wundinfektionen
Staphylococcus aureus
Abstrich
Streptococcus pyogenes
Abstrich
Enterococcus spp.
+
0
0
0
„
+
0
0
0
Abstrich
„
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Abstrich
„
+
0
0
0
Anaerobier
Abstrich
„
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Abstrich
aerobes TM
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Abstrich
“
+
0
0
0
Enterobacteriaceae, bes. Proteus
Abstrich
“
+
0
0
0
Candida albicans
Abstrich
“
+
0
0
0
+
0
0
0
aerobes TM
Verbrennungswunden
++
Bisswunden
Menschenbisse
Staphylococcus aureus
Abstrich, Sekret
Streptococcus pyogenes
Abstrich, Sekret
„
+
0
0
0
Eikenella corrodens
Abstrich, Sekret
„
+
0
0
0
Haemophilus influenzae
Abstrich, Sekret
„
+
0
0
0
Anaerobier
Abstrich, Sekret
„
+
0
0
0
aerobes TM
Prevotella, Porphyromonas, Fusobacterium, Peptostreptokokken
Tierbisse
Pasteurella multocida
Abstrich, Sekret
aerobes TM
+
0
0
0
Pasteurella spp.
Abstrich, Sekret
„
+
0
0
0
Staphylococcus intermedius
Abstrich, Sekret
„
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Abstrich, Sekret
„
+
0
0
0
Hämolysierende Streptokokken
Abstrich, Sekret
„
+
0
0
0
Eikenella corrodens
Abstrich, Sekret
„
+
0
0
0
Capnocytophaga spp.
Abstrich, Sekret
„
+
0
0
0
Anaerobier
Abstrich, Sekret
„
+
0
0
0
__________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich; Mikr = Mikroskopie (+ =
Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++
=
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht durchgeführt), AG =
Antigennachweis, K = Antikörpernachweis, * = langsames Wachstum, Anaerobier
Seite 106 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
---------------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Mykosen
Tinea
Trichophyton rubrum
Hautgeschabsel
0
+
+
0
0
0
infizierte Haare
0
+
+
0
0
0
Trichophyton rubrum
Nagelspäne
0
+
+
0
0
0
Trichophyton mentagrophytes
Nagelspäne
0
+
+
0
0
0
Candida albicans
Nagelspäne
0
+
+
0
0
0
Geotrichum candidum
Nagelspäne
0
+
+
0
0
0
Acremonium spp.
Nagelspäne
0
+
+
0
0
0
Scopulariopsis brevicaulis
Nagelspäne
0
+
+
0
0
0
Escherichia coli
Punktat
N
+
0
0
0
Bacteroides spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Enterococcus spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Favus
Trichophyton schoenleinii
(Afrika, Mittelmeerraum)
Nagelmykosen
Abszesse
Abdomen, Divertikulitis
Peptostreptococcus spp.
Punktat
N
Clostridium spp.
Punktat
N
+
0
0
0
+
0
0
0
Proteus spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Fusobacterium spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Klebsiella spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Pseudomonas spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Staphylococcus spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Eubacterium spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Streptococcus spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Streptokokken der Gruppe A
Punktat
N
+
0
0
0
Erysipelothrix rhusiopathiae
Biopsie, Blut
N
+
0
0
0
++
++
(berufliche Exposition, z. B. Metzger)
__________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich; Mikr = Mikroskopie (+ =
Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++
=
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht durchgeführt), AG =
Antigennachweis, K = Antikörpernachweis, * = langsames Wachstum, Anaerobier
Seite 107 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
---------------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Haut
Staphylococcus aureus
Punktat
N
+
0
0
0
Propionibacterium spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Peptostreptococcus spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Leishmania tropica-Komplex
Punktat, Biopsie
0
+++
0
0
0
+
(Indien, Afghanistan, Türkei)
(am Wundrand)
Leishmania brasiliensis-Komplex
Punktat, Biopsie
0
+++
0
0
0
+
(Zentralamerika, Südamerika)
(am Wundrand)
Leber
Escherichia coli
Punktat
N
+
0
0
0
Streptococcus spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Peptostreptococcus spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Fusobacterium spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Bacteroides spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Entamoeba histolytica
Punktat
N
0
0
0
0
++
+++
Serum
Leishmania donovani
Punktat
+
N
+++
0
0
0
Serum
0
0
Mikrosporidien
Punktat
N
+++
0
0
0
0
Actinomyces spp.
Punktat
N
++
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Punktat
N
+
0
0
0
Salmonella spp.
Punktat
N
+
0
0
+
Escherichia coli
Punktat
N
+
0
0
0
Enterococcus
Punktat
N
+
0
0
0
Streptococcus spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Klebsiella spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Proteus spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Pseudomonas spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Milz
Shigella spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Bacteroides spp.
Punktat
N
+
0
0
0
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, S = Stuart-Medium, P = Port-A-Cul-Medium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial
bzw. nativer Abstrich (Transport < 2 h); Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von
Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++ = Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische
Diagnose erlauben, --- = nicht durchgeführt), AG = Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier, (!) = Keime der
Risikogruppe 3, * = langsames Wachstum
Seite 108 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
---------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Milz
Propionibacterium spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Clostridium spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Fusobacterium spp.
Punktat
N
++
+
0
0
0
Candida spp.
Punktat
N
++
+
0
+
0
Aspergillus spp.
Punktat
N
++
+
0
+
0
Leishmanien
Punktat
N
+++
0
0
0
0
Serum
*Blastomyces dermatitidis (!)
Punktat, Biopsie
+
N
+++
+
0
0
Serum
Mikrosporidien
0
+
Punktat, Biopsie
N
Staphylococcus aureus
Punktat
Propionibacterium spp.
Punktat
Peptostreptococcus spp.
+++
0
0
0
0
N
+
0
0
0
N
+
0
0
0
Punktat
N
+
0
0
0
Streptococcus spp.
Punktat
N
+
0
0
0
Bacteroides spp.
Punktat
N
+
0
0
0
*Mycobacterium tuberculosis (!)
Punktat
N
+
0
+
0
*Brucella spp. (!)
Punktat
N
+
0
0
+
Francisella tularensis (!)
Punktat
Speziallabor
Treponema pallidum
Punktat
N
0
0
0
0
+
Echinococcus spp.
Punktat
N
+
0
0
0
0
Perianal, vulvovaginal, Scrotum
Granulome/Lebergranulome
+
Serum
Schistosoma spp.
Punktat
+
N
+
0
0
0
Serum
*Histoplasma capsulatum (!)
Punktat
+
N
+
+
0
0
Serum
*Coccidioides immitis (!)
Punktat
Punktat
0
+
N
+
+
0
0
Serum
Coxiella burnetii
0
0
+
N
Serum
0
0
0
+
0
+
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich (Transport < 2 h); Mikr =
Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ =
Zuordnung möglich, +++ =
Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht
durchgeführt), AG = Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier, (!) = Keime der Risikogruppe 3, * = langsames
Wachstum
Seite 109 von 281
1.3.10
Infektionen der Knochen und Gelenke
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.10.1
Septische Arthritis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Die septische Arthritis ist ein eine akute, bakterielle Infektion der Gelenke. Die Erreger gelangen
hämatogen oder von außen in die Gelenke.
1.3.10.1.1 Erregerspektrum:
siehe Tabelle 8.
1.3.10.1.2 Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Alle Infektionen der Knochen und Gelenke müssen durch eine mikrobiologische Untersuchung
abgeklärt werden.
1.3.10.1.3 Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate, universelle PCR.
1.3.10.1.4 Untersuchungsmaterial:
Intraoperative Untersuchungsmaterialien, Sekrete, Punktate, (Abstriche sind weniger geeignet),
Blutkulturen bei Fieber.
1.3.10.1.5 Probengefäße:
Universalröhrchen mit blauem Verschluss, Weithalsgefäß mit Thioglykolatbouillon für intraoperativ
gewonnene Materialien der Orthopädie, ggf. Blutkulturflaschen.
1.3.10.1.6 Materialentnahme:
-
Desinfektion der Einstichstelle mit 70%-igem Alkohol (Einwirkzeit 3 min, allenfalls orientierend bis
zum Trocknen des Alkohols)
-
streng aseptisches Vorgehen wie bei der Blutkulturentnahme (Händedesinfektion des Arztes,
Einmalhandschuhe, Mundschutz).
1.3.10.1.7 Untersuchungsvolumen:
Da in den meisten Fällen nicht mit einer hohen Keimzahl im Gelenkpunktaten etc. zu rechnen ist,
sollten möglichst große Mengen an Untersuchungsmaterial entnommen und eingesandt werden.
1.3.10.1.8 Lagerung und Transport:
≤ 2 h nach Abnahme bei RT, ist dies nicht möglich, Verimpfen in Transportmedium für anspruchsvoll
wachsende Mikroorganismen (Thioglykolatbouillon) oder in Blutkulturflaschen, dann Lagerung bis zu
24 h bei RT.
Seite 110 von 281
1.3.10.1.9 Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird für aerobe Bakterien nach 3 Tagen erstellt. Bei der Untersuchung auf
anaerobe Bakterien wird ein negativer Befund nach 10 - 14 Tagen erstellt.
1.3.10.1.10 Interpretation:
Bei exakter Abnahme der Untersuchungsmaterialien ist das Risiko der Kontamination durch die
Normalflora der Haut bzw. der Schleimhäute gering, so dass die isolierten Erreger als relevant zu
betrachten sind.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.10.2
Infektreaktive Arthritis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Sie ist eine entzündliche Gelenkerkrankung, die als Komplikation nach einer bakteriellen Infektion
auftreten kann. Die häufigsten Infektionen treten nach einer Darminfektion (postenteritische Arthritis)
oder nach einer Infektion des Urogenitaltraktes (posturethritische Arthritis) auf. In der Regel sind die
großen Gelenke betroffen, insbesondere das Kniegelenk. Im Gelenk lassen sich keine Erreger
(Erregerspektrum siehe Tabelle 7) anzüchten. Die Diagnose erfolgt serologisch.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.10.3
Osteomyelitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.10.3.1 Erregerspektrum:
Siehe Tabelle 8.
1.3.10.3.2 Untersuchungsmethode:
-
Kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate
-
universelle PCR bei Proben aus sterilen Kompartimenten.
1.3.10.3.3 Untersuchungsmaterial:
Intraoperative Gewebeproben, Sekrete, Punktate, (Abstriche sind weniger geeignet), Blutkulturen bei
Osteomyelitis oder Diszitis.
1.3.10.3.4 Probengefäße:
Universalröhrchen mit blauem Verschluss, Weithalsgefäß mit Thioglykolatbouillon für intraoperativ
gewonnene Materialien der Orthopädie, ggf. Blutkulturflaschen
1.3.10.3.5 Materialentnahme:
-
Desinfektion der Einstichstelle mit 70%-igem Alkohol (Einwirkzeit 3 min, allenfalls orientierend bis
zum Trocknen des Alkohols)
Seite 111 von 281
-
streng aseptisches Vorgehen wie bei der Blutkulturentnahme (Händedesinfektion des Arztes,
Einmalhandschuhe, Mundschutz).
1.3.10.3.6 Untersuchungsvolumen:
Da in den meisten Fällen nicht mit einer hohen Keimzahl im Gelenkpunktaten etc. zu rechnen ist,
sollten möglichst große Mengen an Untersuchungsmaterial entnommen und eingesandt werden.
1.3.10.3.7 Lagerung und Transport:
Der Transport sollte so schnell wie möglich, am besten ≤ 2 h nach Abnahme erfolgen. Ist dies nicht
möglich, sollte entweder ein Transportmedium für anspruchsvoll wachsende Mikroorganismen
verwendet werden (Thioglykolatbouillon) oder eine Verimpfung der Materialien in Blutkulturflaschen
erfolgen. Dennoch sollte die Transportdauer 24 h nicht überschreiten. Die Proben müssen bei
Raumtemperatur gelagert werden.
1.3.10.3.8 Dauer der Untersuchung:
Bei der Untersuchung auf aerobe Bakterien wird ein negativer Befund nach 3 Tagen erstellt. Bei der
Untersuchung auf anaerobe Bakterien wird ein negativer Befund nach 10 – 14 Tagen erstellt.
1.3.10.3.9 Interpretation:
Bei exakter Abnahme der Untersuchungsmaterialien ist das Risiko der Kontamination durch die
Normalflora der Haut bzw. der Schleimhäute gering, so dass die isolierten Erreger als relevant zu
betrachten sind.
Seite 112 von 281
Tabelle 8:
Erregerspektrum bei Infektionen der Knochen und Gelenke
(alle aufgelisteten Erreger sind im Rahmen der üblichen mikrobiologischen Diagnostik nachweisbar)
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
-------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Septische Arthritis
Häufige Erreger
Staphylococcus aureus
Punktat
N
+
+
0
0
0
Streptokokken der Gruppe A
Punktat
N
+
+
0
0
+
Streptococcus pneumoniae
Punktat
N
+
+
0
0
0
Enterococcus spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Punktat
N
+
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Punktat
N
+
+
0
0
0
Neisseria gonorrhoeae
Punktat
D/N
++
+
0
0
0
*Brucella spp. (!)
Punktat
N
+
+
0
0
+
Salmonella spp.
Punktat
N
+
+
+
0
+
*Mycobacterium spp. (!)
Punktat
N
++
+
0
+
0
Y. enterocolitica
Serum/Stuhl
---
0
+
0
0
+
Salmonella spp.
Serum/Stuhl
---
0
+
0
0
+
Shigella spp.
Serum/Stuhl
---
0
+
0
0
+
Campylobacter spp.
Serum/Stuhl
---
0
+
0
0
+
Chlamydia trachomatis
Serum
---
0
0
0
(+)
+
Mycoplasma pneumoniae
Serum
---
0
0
0
(+)
+
Ureaplasma urealyticum
Serum
---
0
0
0
(+)
+
bei Immunsuppression
Seltene Erreger
Infektreaktive Arthritis
Postenteritisch
Posturethritisch
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich; Mikr = Mikroskopie (+ =
Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++
=
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht durchgeführt), AG =
Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier, (!) = Keime der Risikogruppe 3, * = langsames Wachstum
Seite 113 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
-------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Osteomyelitis
bei Erwachsenen
Staphylococcus aureus
Punktat
N
+
+
0
0
0
Streptokokken der Gruppe A
Punktat
N
+
+
0
0
+
Salmonella spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Candida spp.
Punktat
N
++
+
+
0
0
Pseudomonas aeruginosa/spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Punktat
N
+
+
0
0
0
Streptococcus spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Propionibacterium spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Punktat
N
+
+
0
0
0
Pseudomonas spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Staphylococcus spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Anaerobier
Punktat
N
+
+
0
0
0
Mycobacterium tuberculosis
Punktat
N
+
+
0
+
0
Nicht tuberkulöse Mykobakterien
Punktat
N
+
+
0
+
0
0
+
+
Punktat/Blut
N
+
+
0
+
0
S. epidermidis-Gruppe
Punktat, Gewebe
N
+
+
0
0
0
S. aureus
Punktat, Gewebe
N
+
+
0
0
0
B-Streptokokken
Punktat, Gewebe
N
+
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Punktat, Gewebe
N
+
+
0
0
0
Anaerobier
Punktat, Gewebe
N
+
+
0
0
0
Punktat, Gewebe
N
+
+
0
0
0
bei Kindern
Haemophilus influenzae
nach Trauma
Seltene Erreger
Brucella spp.
Punktat/Blut
N
Actinomyces spp.
+
+
Protheseninfektionen
(Propionibacterium, Peptostreptokokken)
Enterokokken
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich; Mikr = Mikroskopie (+ =
Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++
=
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht durchgeführt), AG =
Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier, (!) = Keime der Risikogruppe 3, * = langsames Wachstum
Seite 114 von 281
1.3.11
Infektionen der Harnwege
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.11.1
Zystitis, Pyelonephritis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.11.1.1 Erregerspektrum:
siehe Tabelle 9.
1.3.11.1.2 Indikation für die mikrobiologische Untersuchung (Urinuntersuchung):
Immunsuppression, vor und nach Intervention an den Harnwegen, in der Schwangerschaft, bei
Diabetikern, bei neurogenen Harnblasenentleerungsstörungen, bei Fieber, Durchfall, Erbrechen oder
unklarer
Gedeihstörung
beim
Säugling,
bei
unklaren
abdominellen
Schmerzen
oder
Flankenschmerzen.
Bei asymptomatischen Patienten nach vorausgegangener Bakteriurie, während der Schwangerschaft,
bei laborchemischem Verdacht auf eine Harnwegsinfektion (z. B. Hämaturie oder positiver Nitrit-Test)
sowie nach Beendigung der antibiotischen Therapie eines komplizierten Harnwegsinfektes.
Bei symptomatischen Patienten bei Anzeichen einer Harnwegsinfektion bei stationärem Aufenthalt,
bei Fortbestehen der Symptome unter antibiotischer Therapie, bei Fieber oder Sepsis unklarer
Genese und bei prädisponierenden Faktoren.
1.3.11.1.3 Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.11.1.4 Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen, konisch mit rotem Verschluss, Urin-Eintauch-Nährmedium (Uricult).
1.3.11.1.5 Untersuchungsmaterial:
Am besten geeignet zur Untersuchung ist der Morgenurin. Im Idealfall sollte zwischen der Gewinnung
der Urinprobe und der letzten Miktion mindestens 3 h liegen. Bei einer vorliegenden Pollakisurie ist
dies allerdings nicht möglich. Die Urinentnahme sollte vor Beginn einer antibiotischen Therapie
erfolgen. Bei positivem Hemmstofftest (Nachweis von antibiotischer Aktivität im Urin) muss die
Urinuntersuchung nach Absetzen der Antibiotika wiederholt werden. Bei der Therapie mit Chinolonen
oder Aminoglykosiden ist ein therapiefreies Intervall von 5 Tagen, bei den übrigen Antibiotika von 3
Tagen einzuhalten.
1.3.11.1.5.1 Mittelstrahlurin (MSU)
Mittel der Wahl für die Uringewinnung ist die Gewinnung von Mittelstrahlurin (MSU), da es dabei zu
keiner Beeinträchtigung der Patienten kommt. Bei Kindern wird die Gewinnung von MSU etwa ab dem
4. Lebensjahr empfohlen, wenn keine Balanitis oder Vulvitis vorliegt. Bei den Fällen, bei denen keine
eindeutigen Befunde mittels MSU-Proben zu gewinnen sind oder die Gewinnung von MSU nicht
möglich ist sowie bei Kindern unter 3 Jahren, müssen andere Verfahren angewandt werden (siehe
Kapitel IV: Untersuchungsmaterial - Harnwege).
Seite 115 von 281
1.3.11.1.5.2 Katheterurin (Einmalkatheter)
Eine transurethrale Katheterisierung kann routinemäßig nicht empfohlen werden. Wegen der
Gefahr der Keimeinschleppung sollte sie bei Männern oder Jungen zur diagnostischen
Uringewinnung gar nicht und bei Frauen oder Mädchen nur in Ausnahmefällen durchgeführt
werden, z. B. wenn eine MSU-Gewinnung oder eine Blasenpunktion nicht möglich sind (siehe
Kapitel IV: Untersuchungsmaterial - Harnwege).
1.3.11.1.5.3 Dauerkatheterurin
Um eine Einschleppung von Mikroorganismen in das System zu vermeiden, erfordert die
Probenentnahme eine exakte Entnahmetechnik (siehe Kapitel IV: Untersuchungsmaterial Harnwege).
1.3.11.1.5.4 Blasenpunktionsurin
Durch suprapubische Aspiration von Blasenurin ist eine Kontamination der Probe nahezu
ausgeschlossen. Voraussetzung ist eine gut gefüllte Harnblase (ggf. sonographische
Kontrolle) (siehe Kapitel IV: Untersuchungsmaterial - Harnwege).
1.3.11.1.5.5 Beutelurin bei Säuglingen
Bei Säuglingen und Kleinkindern erfolgt die Gewinnung des Spontanurins mit Hilfe eines
Beutels (Beutelurin). In diesem Fall werden die Genitalien wie oben beschrieben gereinigt;
danach wird ein selbstklebender Urinbeutel befestigt. Idealerweise sollte dann bei reichlicher
Flüssigkeitszufuhr die Miktion abgewartet und danach der Beutel entfernt werden. Diese
Methode gilt allerdings nur als orientierende Untersuchung. Jeder positive Befund muss z. B.
durch eine Blasenpunktion überprüft werden.
1.3.11.1.5.6 Erststrahlurin
Gewinnung des Urins am Morgen vor dem Wasserlassen. Bei V. a. eine Tuberkulose ist
Erststrahlurin dem Mittelstrahlurin vorzuziehen (mindestens 30 ml), da sich die Erreger über
Nacht im Urin sammeln. Bei einer Leukozyturie ohne signifikante Bakteriurie ist an eine
Tuberkulose zu denken (siehe Kapitel IV: Untersuchungsmaterial - Harnwege).
1.3.11.1.6 Urinmenge.
V. a. Zystitis
5 ml
Tuberkulose
30 – 50 ml
Schistosoma haematobium
ca. 400 ml früher Nachmittagsurin
(Zeitpunkt höchster Eiausscheidung)
1.3.11.1.7 Lagerung und Transport:
Nativurin
≤ 2 h nach Abnahme; ist dies nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
Vorteile von Nativurin
Seite 116 von 281
-
Möglichkeit der makroskopischen und mikroskopischen Beurteilung
-
Möglichkeit der Untersuchung auf antimikrobielle Substanzen (Hemmstofftest)
Nachteile von Nativurin
Bei längeren Transportwegen bzw. längerer Aufbewahrung der Proben in ungekühltem
Zustand ist die Keimzahl nicht mehr exakt.
Urineintauchkulturen
Bei der Abnahme ist darauf zu achten, dass das Röhrchen gleichmäßig benetzt ist und keine
Restflüssigkeit enthält, da diese durch wiederholte Benetzung der Kulturoberfläche während
des Transports fälschlicherweise zu erhöhten Keimzahlen führen kann.
Die Proben können bei 37°C im Brutschrank bebrütet werden. Bei Keimwachstum Transport
ins Labor, die Transportdauer von 24 h sollte aber nicht überschritten werden.
Vorteile der Urineintauchkultur
-
Exakte Keimzahlbestimmung zum Zeitpunkt der Urinabnahme
-
Alternative bei Verzögerung von Transport und Bearbeitung
Nachteile der Urineintauchkultur
-
makroskopische und mikroskopische Beurteilung ist nicht möglich
-
Untersuchung auf antimikrobielle Substanzen ist nicht möglich → falsch negative
Befunde
-
Keimzahlbestimmung bei konfluierenden Kolonien ist nicht zulässig
-
Mischkulturen können nur schwer erkannt werden
-
anspruchsvoll wachsende Keime werden nicht von allen Nährmedien erfasst.
1.3.11.1.8 Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird nach 24 - 48 h erstellt.
1.3.11.1.9 Interpretation:
Urin ist eine sterile Flüssigkeit. Da die vordere Harnröhre physiologisch mit Bakterien besiedelt ist,
kann dies bei der Gewinnung des Urins zu einer klinisch unbedeutenden Kontamination führen. Zu
den häufigsten Kontaminanten gehören: koagulasenegative Staphylokokken, Streptokokken der
Viridans-Gruppe, Enterokokken, Korynebakterien, Propionibakterien. Diagnostisch bedeutend ist
daher die Abgrenzung einer Kontamination von pathogenen Infektionserregern. Zeichen einer
Kontamination sind niedrige Keimzahlen, Mischkulturen, unterschiedliche Keime in seriellen Proben
oder Keime, die gewöhnlich nicht mit einer Infektion der Harnwege assoziiert sind. Bei komplizierten
Harnwegsinfektionen ist die Anzüchtung mehrerer Erreger aber nicht ungewöhnlich. Da Patienten mit
einem Harnwegsinfekt deutlich höhere Keimzahlen im Urin aufweisen, muss das Ausmaß der
Bakteriurie ermittelt werden, d. h. die Urinuntersuchung muss quantitativ erfolgen.
In Abhängigkeit von der Uringewinnung sind unterschiedliche Keimzahlen beweisend für eine Infektion
der Harnwege:
Seite 117 von 281
Interpretation der Urinkulturen
________________________________________________________________________________
Uringewinnung
Kontamination
Verdacht auf
Harnwegsinfekt
Harnwegsinfekt
________________________________________________________________________________
MSU
< 10 000 KBE/ml
10 000 – 100 000 KBE/ml
> 100 000 KBE/ml
Katheterurin
< 1 000 KBE/ML
1 000 – 10 000 KBE/ml
> 10 000 KBE/ml
Blasenpunktat
jeder Keimnachweis
________________________________________________________________________________
Unter antibiotischer Therapie und bei erhöhter Diurese sind die Keimzahlen niedrig, auch wenn eine
Infektion vorliegt. Bei einer Leukozyturie ohne Bakteriurie ist an eine Urethritis oder eine Infektion
durch einen seltenen Erreger zu denken.
Diagnostisches Vorgehen bei V. a. eine Infektion der Harnwege
_________________________________________________________________________________
Klinischer Verdacht auf Harnwegsinfektion
↓
Abnahme von Mittelstrahlurin
↓
Beginn einer kalkulierten Antibiotikatherapie
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Positiver Erregernachweis
Negativer Erregernachweis
Gezielte Therapie nach Befundmitteilung
weiterhin kalkulierte Therapie
↓
Gutes Ansprechen auf die Therapie
↓
Keine Kontrolluntersuchung
↓
Keine Besserung
↓
Wiederholung der Untersuchung
↓
Untersuchung auf „atypische“ Erreger
↓
ggf. Urethritis-Diagnostik
Rezidiv nach initial gutem Ansprechen
↓
Erneute Urinuntersuchung
__________________________________________________________________________
Seite 118 von 281
Tabelle 9: Keimspektrum bei Infektionen der Harnwege
(alle aufgelisteten Erreger sind im Rahmen der üblichen mikrobiologischen Diagnostik nachweisbar)
Infektionen der Harnwege
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
-----------------------------------TM
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Zystitis
akut, unkompliziert
Escherichia coli
Urin
0
+
0
0
0
Enterococcus faecalis
Urin
0
+
0
0
0
Staphylococcus saprophyticus
Urin
0
+
0
0
0
Proteus mirabilis
Urin
0
+
0
0
0
Klebsiella spp.
Urin
0
+
0
0
0
Escherichia coli
Urin
0
+
0
0
0
Proteus mirabilis
Urin
0
+
0
0
0
Proteus vulgaris
Urin
0
+
0
0
0
Morganella morganii
Urin
0
+
0
0
0
Providencia spp.
Urin
0
+
0
0
0
Klebsiella spp.
Urin
0
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Urin
0
+
0
0
0
Enterococcus faecalis
Urin
0
+
0
0
0
Corynebacterium urealyticum
Urin
0
+
0
0
0
Candida spp.
Urin
0
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Urin
0
+
0
0
0
Escherichia coli
Urin
0
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Urin
0
+
0
0
0
Mycoplasma hominis
Urin
0
+
0
0
0
Punktat
N
+
0
0
0
nosokomial oder kompliziert
Pyelonephritis
Nierenabszesse
Kortikal
Staphylococcus aureus
+
__________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, Nativmaterial (Transport < 2 h), Mikr = Mikroskopie Mikr = Mikroskopie (+ = Nachweis von
Mikroorganismen allgemein, ++ =
Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++ =
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- = nicht durchgeführt), AG = Antigennachweis,
AK = Antikörpernachweis, Anaerobier
Seite 119 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
--------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Kortikomedullär
Escherichia coli
Punktat
N
+
+
0
0
0
Klebsiella spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Proteus spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Punktat
N
+
+
0
0
0
Escherichia coli
Punktat
N
+
+
0
0
0
Proteus spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Klebsiella spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Punktat
N
+
+
0
0
0
Streptococcus spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Enterococcus faecalis
Punktat
N
+
+
0
0
0
*Mycobacterium spp. (!)
Punktat
N
++
+
0
+
0
Bacteroides spp.
Punktat
N
+
+
0
0
0
Candida spp.
Punktat
N
++
+
+
0
0
Perinephritisch
__________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, S = Stuart-Medium, N = Nativmaterial (Transport < 2 h), Mikr = Mikroskopie Mikr = Mikroskopie (+ =
Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++
=
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht durchgeführt), AG =
Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier, (!) = Keime der Risikogruppe 3, * = langsames Wachstum
Seite 120 von 281
1.3.12
Urogenitale Infektionen
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.1
Urethritis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.1.1 Erregerspektrum:
Siehe Tabelle 10.
1.3.12.1.2 Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Therapieversagen, Rezidive, Komplikationen.
1.3.12.1.3 Untersuchungsmethode:
-
Kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate
-
DNA-Nachweis mittels PCR zum Nachweis von Chlamydien.
1.3.12.1.4 Probengefäße
Urinröhrchen, Universal-Abstrichröhrchen mit oranger (Chlamydien) oder blauer Kappe, UniversalProbenröhrchen mit blauem Verschluss, sterile Gefäße mit speziellen Transportmedien.
1.3.12.1.5 Untersuchungsmaterial, Lagerung und Transport:
3-Gläser-Probe nach Meares:
1.
Erste Urinprobe (Gewinnung siehe Kapitel IV: Untersuchungsmaterial - Harnwege) (5 - 10 ml)
2.
Mittelstrahlurin (Gewinnung siehe Kapitel IV: Untersuchungsmaterial - Harnwege (5 - 10 ml)
3.
Urethralsekret bzw. Urethralabstrich
(siehe Kapitel IV: Untersuchungsmaterial - Abstriche, Sekrete)
Lagerung und Transport:
Sekret: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich bis zu 24 h bei 4°C
Abstrich: bis zu 24 h bei RT
1.3.12.1.6 Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird nach 3 Tagen erstellt.
1.3.12.1.7 Infektionen mit „atypischen“ Erregern:
Zum Nachweis folgender Keime, müssen gesonderte Urethralabstriche abgenommen und in
speziellen Transportmedien verschickt werden. Es müssen gesonderte Lagerungszeiten eingehalten
werden:
-
Neisseria gonorrhoeae
Ausstreichen auf Thayer-Martin-Agar oder Spezial-Agarplatte unmittelbar nach der Entnahme
Transport ohne Transportmedium (TM) nicht möglich, Lagerung in TM bis zu 24 h bei RT
-
Chlamydia trachomatis (nativer Abstrich für LCX-PCR)
Transport ohne TM ≤ 2 h bei RT, in TM Lagerung bis zu 24 h bei 4°C
Seite 121 von 281
-
Mycoplasma hominis und Ureaplasma urealyticum
Transport in Transportmedium (TM) für anspruchsvoll wachsende Keime
Transport ohne TM ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich bis zu 24 h bei 4°C
-
Gardnerella vaginalis und Anaerobier
Transport ohne TM ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis 24 h bei RT
-
Trichomonas vaginalis (Nativurin, erste Urinprobe)
Transport ≤ 2 h bei RT, Lagerung nicht möglich.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.2
Prostatitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.2.1 Erregerspektrum:
Leitkeim der akuten und chronischen Prostatitis ist Escherichia coli, gefolgt von anderen
Enterobacteriaceae. Die Rolle von Chlamydia trachomatis und urogenitalen Mykoplasmen bei der
chronisch bakteriellen Prostatitis ist umstritten.
1.3.12.2.2 Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Jede Prostatitis muss ätiologisch abgeklärt werden.
1.3.12.2.3 Untersuchungsmethode:
-
Kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate
-
DNA-Nachweis mittels PCR für „atypische“ Erreger.
1.3.12.2.4 Probengefäße:
Urinröhrchen, Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
1.3.12.2.5 Untersuchungsmaterial:
1.3.12.2.5.1 4-Gläser-Probe nach Meares (klassisch oder vereinfacht)
Klassische 4 - Gläser - Probe:
1.
Erste Urinprobe (Gewinnung siehe Kapitel IV: Untersuchungsmaterial - Harnwege)
(5 - 10 ml)
2.
Mittelstrahlurin (Gewinnung siehe Kapitel IV: Untersuchungsmaterial - Harnwege
(5 - 10 ml)
3.
Urethralsekret bzw. Urethralabstrich
(siehe Kapitel IV: Untersuchungsmaterial - Abstriche, Sekrete)
Lagerung und Transport.
Sekret: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich bis zu 24 h bei 4°C
Abstrich: bis zu 24 h bei RT
4.
Exprimaturin
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, dann bis zu 24 h bei 4°C.
Seite 122 von 281
Vereinfachte 4 - Gläser – Probe:
1.
Prostataexprimat
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, dann bis zu 24 h bei 4°C.
2.
Exprimaturin
Lagerung und Transport: s. o.
3.
Ejakulat
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, eine längere Lagerung ist nicht möglich.
Voraussetzung für die quantitative Untersuchung ist ein steriler Mittelstrahlurin (vorherige
Überprüfung notwendig!).
1.3.12.2.5.2 Exprimaturin
Materialentnahme:
- Hygienische Händedesinfektion und Verwendung von Einmalhandschuhen
- nach Reinigung der Harnröhrenmündung wird die Prostata vom Rektum aus massiert
- das ausfließende Exprimat in sterilem Gefäß auffangen
- den dann gelassenen Urin in einem sterilen Gefäß auffangen
1.3.12.2.5.3 Prostatasekret
Materialentnahme:
- Hygienische Händedesinfektion und Verwendung von Einmalhandschuhen
- nach Reinigung der Harnröhrenmündung wird die Prostata vom Rektum aus massiert
- das ausfließende Exprimat in sterilem Gefäß auffangen
- bei kleinen Mengen das Sekret mit dem Abstrichtupfer aufnehmen und in Transportmedium
einbringen
Transport und Lagerung:
Sekret: ≤ 2 h bei Raumtemperatur, ist das nicht möglich, bis zu 24 h bei 4°C, Ausnahmen wie
bei Urethritis beschrieben.
Urin:
≤ 2 h bei Raumtemperatur, ist das nicht möglich, bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
Ein Endbefund wird nach 5 Tagen erstellt.
1.3.12.2.6 Interpretation:
Eine um den Faktor von mindestens 10 höhere Keimzahl in der Urinprobe nach der Prostatamassage
spricht dafür, dass der Infektionserreger in der Prostata lokalisiert ist.
Als einfache Screening-Untersuchung hat sich der Leukozyten-Nachweis mit einem Teststreifen im
Urin vor und nach der Prostatamassage bewährt. Bei fehlender Leukozyturie spricht ein positiver
Leukozyten-Nachweis im Exprimaturin für eine Prostatitis. Alternativ kann, da Prostataexprimaturin nur
in kleinen Mengen zur Verfügung steht, Ejakulat zur Untersuchung eingeschickt werden.
Seite 123 von 281
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.3
Epididymitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.3.1 Erregerspektrum:
siehe Tabelle 10.
1.3.12.3.2 Indikation für die mikrobiologische Untersuchung
Jede Epididymitis sollte mikrobiologisch abgeklärt werden.
1.3.12.3.3 Untersuchungsmethoden:
-
Kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate
-
DNA-Nachweis mittels PCR für den Nachweis „atypischer“ Erreger.
1.3.12.3.4 Probengefäße:
Urinröhrchen, Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss, Universal-Weithalsgefäße.
1.3.12.3.5 Untersuchungsmaterialien:
Bei der Epididymitis gelingt der Erregernachweis trotz Einsatzes aller diagnostischen Mittel nur bei
zwei Drittel der Patienten. Das diagnostische Vorgehen ergibt sich wie folgt:
__________________________________________________________________
Krankheitsbild
Untersuchungsmaterial
__________________________________________________________________
Epididymitis
Ejakulat, Urethralabstrich
Epididymitis mit Harnwegsinfektion
Mittelstrahlurin, Urethralabstrich
Epididymitis mit Begleiturethritis
3-Gläser-Probe
Epididymitis mit Begleitprostatitis
4-Gläser-Probe
__________________________________________________________________
1.3.12.3.6 Materialentnahme:
Urin, Urethralabstrich, 3- und 4-Gläserprobe
wie unter Urethritis beschrieben
Ejakulat
Materialentnahme:
Hygienische Händedesinfektion durchführen und Einmalhandschuhe benutzen
nach Reinigung der Genitalien mit Wasser und Seife Probe in einem sterilen Gefäß auffangen
1.3.12.3.7 Lagerung und Transport, ausgenommen Ejakulate
Urethralabstriche und -sekrete:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, bis zu 24 h bei 4°C
Urin:
≤ 2 h bei Raumtemperatur, dann bis zu 24 h bei 4°C
Ejakulat:
≤ 2 h bei RT, eine Lagerung ist nicht möglich.
Seite 124 von 281
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.4
Zervizitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.4.1 Erregerspektrum
Siehe Tabelle 10.
1.3.12.4.2 Indikation für die mikrobiologische Untersuchung:
Therapieversagen, rezidive, Komplikationen.
1.3.12.4.3 Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate.
1.3.12.4.4 Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss, Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe.
1.3.12.4.5 Materialentnahme des Zervikalabstrichs:
Siehe Kapitel IV: Untersuchungsmaterial - Abstriche).
Bei Verdacht auf Listeriose sollte das Zervikalsekret am Ende der Menses mit Abstrichtupfern
entnommen und, wenn möglich, direkt auf Tryptose- und Blutagar ausgestrichen werden (Agar in der
Mikrobiologie anfordern, Tel. 46918).
Der Nachweis von Gonokokken und Chlamydien erfolgt wie bei Urethritis beschrieben. Transport und
die Lagerung sind unter Urethritis beschrieben
1.3.12.4.6 Lagerung und Transport:
≤ 24 h bei RT; Ausnahmen wie bei Urethritis beschrieben.
Seite 125 von 281
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.5
Endometritis und Salpingitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Wegen der Kontaminationsmöglichkeit lassen Zervikalabstriche nur ungenaue Rückschlüsse auf das
Keimspektrum einer Endometritis zu. Zur Untersuchung ist am besten ein intraoperativ oder bei einer
Abrasio entnommenes Material geeignet. Der Transport und die Lagerungen erfolgen innerhalb von
24 h bei RT.
Die postpartale Endometritis ist eine Infektion, die in zwei klinischen Verlaufsformen beobachtet wird,
und die fast immer fieberhaft verläuft (>38°C). Die Frühform tritt 48 h nach der Entbindung ein und ist
assoziiert mit einer bakteriellen Vaginose, einer Sectio oder einem Amnioninfektionssyndrom. Die
Spätform (>48 h) ist die Folge einer aszendierenden Infektion. Erkrankungen sind auch noch 6
Wochen nach der Entbindung möglich. Erregerspektrum siehe Tabelle 10.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.6
Bartholinitis
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Als Untersuchungsmaterial eignet sich durch den Ausführungsgang entnommenes Exsudat. Bei
Abszessen sollten möglichst Punktate vor der Abszessspaltung gewonnen werden. Die Materialien
müssen in Transportmedium innerhalb von 24 h bei RT verschickt bzw. gelagert werden.
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.7
Bakterielle Vaginose (BV)
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Bei der BV ist die normale Standortflora der Vagina unterdrückt. Aufgrund der Alkalisierung des pHWertes wird das Wachstum von Gardnerella vaginalis und anaeroben Bakterien gefördert.
1.3.12.7.1 Erregerspektrum:
Siehe Tabelle 10.
1.3.12.7.2 Mikrobiologische Diagnostik:
Die Diagnose der BV erfolgt in der Praxis anhand der sog. Spiegel-Kriterien, von denen mindestens
drei positiv sein müssen:
-
typischer grau-weißer, homogener Ausfluss
-
vaginaler pH-Wert > 4,5
-
positiver Amintest: Geruchsverstärkung (typischer Fischgeruch) bei Zugabe von 10%iger KOHLösung zum Fluor
-
mikroskopischer Nachweis von Schlüsselzellen (clue cells, vaginale Epithelzellen mit massenhaft
Bakterien besetzt).
Seite 126 von 281
1.3.12.7.3 Untersuchungsmethode:
Mikroskopie, kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate
1.3.12.7.4 Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe.
1.3.12.7.5 Untersuchungsmaterial:
Vaginalsekret, Vaginalabstriche
1.3.12.7.6 Materialentnahme:
Siehe Kapitel IV: Untersuchungsmaterial - Abstriche
Objektträgerbeschickung
-
die Probe sofort nach der Entnahme auf einen sterilen Objektträger aufbringen
-
Präparat lufttrocknen lassen
-
Versand in einem bruchsicheren Plastikbehälter.
1.3.12.7.7 Lagerung und Transport:
-
Vaginalsekret: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C
-
Abstrichtupfer: bis zu 24 h bei RT.
1.3.12.7.8 Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird nach 5 Tagen erstellt.
1.3.12.7.9 Interpretation:
Mikrobiologisch wird die Diagnose der BV durch die Bestimmung des BV-Index im Grampräparat
gestellt. Dabei wird die durchschnittliche Anzahl von Laktobazillen, Gardnerella vaginalis und
Anaerobiern (Bacteroides und Mobiluncus) pro Gesichtsfeld bestimmt. Ein alleiniger Nachweis von G.
vaginalis ist nicht beweisend für eine BV.
Seite 127 von 281
Beurteilungskriterien für das Grampräparat bei Verdacht auf eine BV bei 1000-facher Vergrößerung.
_________________________________________________________________________________
Indexzahl I
Laktobazillen
Indexzahl II
G. vaginalis
Indexzahl III
gebogene Stäbchen
Bacteroides
_________________________________________________________________________________
0
4+
0
0
0
0
1
3+
1
1+
1
1+, 2+
2
2+
2
2+
2
3+, 4+
3
1+
3
3+
4
0
4
4+
Bewertung:
Gesamtindexzahl:
4+ = > 30 Morphotypen
= Indexzahl I + Indexzahl II + Indexzahl III (Max. 10)
3+ = 6 - 30 Morphotypen
0 - 3 Punkte: kein Hinweis auf BV
2+ = 1 - 5 Morphotypen
4 - 6 Punkte: kein eindeutiger Hinweis auf BV
1+ = < 1 Morphotyp
> 7 Punkte: Hinweis auf BV
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.8
Infektionen durch Intrauterinpessare (IUP, Spirale)
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------1.3.12.8.1 Erregerspektrum:
Siehe Tabelle 10.
1.3.12.8.2 Probengefäße:
Steriles Weithalsgefäß.
1.3.12.8.3 Untersuchungsmaterial:
Spirale, Intrauterinpessare
1.3.12.8.4 Materialentnahme:
-
Vorbereitung eines sterilen Weithalsgefäßes
-
Zugabe von ca. 20 ml Ringerlösung (Kochsalz schädigt Aktinomyzeten!)
-
Entnahme des IUP unter sterilen Kautelen
-
Überführen in das Transportgefäß.
1.3.12.8.5 Lagerung und Transport:
Möglichst innerhalb von 2 h (maximal bis zu 24 h) bei Raumtemperatur, bei Verdacht auf
Aktinomyzeten ist eine Lagerung darüber hinaus nicht möglich.
Seite 128 von 281
Tabelle 10:
Erregerspektrum bei urogenitalen Infektionen
(alle aufgelisteten Erreger sind im Rahmen der üblichen mikrobiologischen Diagnostik nachweisbar)
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
---------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Urethritis
Neisseria gonorrhoeae
Urethralabstrich
D
Chlamydia trachomatis
Urethralabstrich
Erststrahlurin
+
0
0
N
0
0
+
0
0
0
+
0
Objektträger
Ureaplasma urealyticum
Urethralabstrich
++
0
Immunfluoreszenz
aerobes TM
+
0
0
0
Streptokokken der Gruppe B
Urethralabstrich
aerobes TM
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Urethralabstrich
aerobes TM
+
0
0
0
Prostatitis
Escherichia coli
4-Gläser Probe
N
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
4-Gläser Probe
N
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
4-Gläser Probe
N
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
4-Gläser Probe
N
+
0
0
0
Enterococcus faecalis
4-Gläser Probe
N
+
0
0
0
Trichomonas vaginalis
4-Gläser Probe
N
0
0
0
0
Ejakulat, Urethralabstr.
N
0
0
+
+
Urin
0
0
0
+
0
Neisseria gonorrhoeae
Ejakulat, Urethralabstr.
D
++
+
0
0
0
Enterobacteriaceae
Ejakulat, Urethralabstr.
N
+
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
Ejakulat, Urethralabstr.
N
+
+
0
0
0
Ureaplasma urealyticum
Ejakulat, Urethralabstr.
N
0
+
0
0
0
Escherichia coli
4-Gläser Probe
N
+
0
0
0
Pseudomonas aeruginosa
4-Gläser Probe
N
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
4-Gläser Probe
N
+
0
0
0
Abstrich
0
+
0
0
0
+++
Epididymitis
Chlamydia trachomatis
Orchitis
Balanitis
Candida albicans
+
________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich; Mikr = Mikroskopie (+ =
Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++
= Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- = nicht durchgeführt), AG = Antigennachweis,
AK = Antikörpernachweis, Anaerobier, O = Objektträger
Seite 129 von 281
Erregerspektrum
(alle aufgelisteten Erreger sind im Rahmen der üblichen mikrobiologischen Diagnostik nachweisbar)
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
---------------------------------------------TM
Mikro
Kultur
AG
PCR
Sero
__________________________________________________________________________
Balanitis
Streptokokken der Gruppe B
Abstrich
0
+
0
0
0
Staphylococcus aureus
Abstrich
0
+
0
0
0
Neisseria gonorrhoeae
intraoperativ
D
+
0
0
0
Chlamydia trachomatis
intraoperativ
N
0
0
+
+
Mycoplasma hominis
intraoperativ
+
0
0
0
Peptostreptococcus spp.
intraoperativ
“
+
0
0
0
Bacteroides spp.
intraoperativ
“
+
0
0
0
+
0
0
0
+
0
0
0
Salpingitis
++
anaerobes TM
Enterobacteriaceae
intraoperativ
“
Actinomyces spp.
intraoperativ
“
+
Endometritis
Chlamydia trachomatis
Zervixabstrich
anaerobes TM
0
+
+
+
Escherichia coli
Zervixabstrich
“
+
0
0
0
Streptokokken der Gruppe A, B
Zervixabstrich
„
+
0
0
0
Mycoplasma hominis
Zervixabstrich
„
+
0
0
0
*Mycobacterium tuberculosis (!)
Zervixabstrich
N
++
+
0
+
0
*Actinomyces spp.
Zervixabstrich
anaerobes TM ++
+
0
0
0
Bacteroides spp.
Zervixabstrich
„
+
0
0
0
Streptokokken der Gruppe B
Zervixabstrich
anaerobes TM
+
0
0
0
Escherichia coli
Zervixabstrich
“
+
0
0
0
postpartal
Enterococcus spp.
Zervixabstrich
“
+
0
0
0
Bacteroides spp.
Zervixabstrich
“
+
0
0
0
Prevotella spp.
Zervixabstrich
“
+
0
0
0
Clostridium spp.
Zervixabstrich
“
+
0
0
0
Mycoplasma hominis
Zervixabstrich
“
+
0
0
0
__________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich (Transport < 2 h); Mikr =
Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ =
Zuordnung möglich, +++ =
Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
durchgeführt), AG = Antigennachweis, Sero = Serologie,
Anaerobier, (!) = Keime der Risikogruppe 3, * =
nicht
langsames
Wachstum
Seite 130 von 281
_________________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
--------------------------------------------TM
Mikro
Kultur
AG
PCR
Sero
__________________________________________________________________________
Zervizitis
Chlamydia trachomatis
Zervixabstrich
N
Neisseria gonorrhoeae
Zervixabstrich
D
Listeria monocytogenes
Zervixabstrich
++
aerobes TM
0
+
+
+
+
0
0
0
+
0
0
0
Vaginitis
Trichomonas vaginalis
Vaginalabstrich
N
+++
0
0
0
0
Candida spp.
Vaginalabstrich
0
++
+
0
0
0
Bacteroides spp.
Vaginalabstrich
aerobes TM
+
0
0
0
Prevotella spp.
Vaginalabstrich
“
+
0
0
0
*Actinomyces spp.
Vaginalabstrich
“
+
0
0
0
Peptostreptococcus spp.
Vaginalabstrich
“
+
0
0
0
Eubacterium nodatum
Vaginalabstrich
“
+
0
0
0
Mobiluncus spp.
Vaginalabstrich
„
++
+
0
0
0
Vaginalabstrich
aerobes TM
+
+
0
0
0
Mycoplasma hominis
Vaginalabstrich
„
+
0
0
0
Mobiluncus spp.
Vaginalabstrich
„
+
0
0
0
Bacteroides spp.
Vaginalabstrich
„
+
0
0
0
Neisseria gonorrhoeae
Exsudat
D
++
+
0
0
0
Chlamydia trachomatis
Exsudat
N
0
0
+
+
+
Staphylococcus aureus
Exsudat
N
+
0
0
0
Anaerobier
Exsudat
N
+
0
0
0
B-Streptokokken
Spirale in Ringer-Lösung
N
---
+
0
0
0
Escherichia coli
Spirale in Ringer-Lösung
N
---
+
0
0
0
Actinomyces spp.
Spirale in Ringer-Lösung
N
---
+
0
0
0
Candida spp.
Spirale in Ringer-Lösung
N
---
+
0
0
0
++
Bakterielle Vaginose
Gardnerella vaginalis
(*Nachweis von "clue cells")
++
Bartholinitis
Spirale
_________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich (Transport < 2 h); Mikros =
Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ =
Zuordnung möglich, +++ =
Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht
durchgeführt), AG = Antigennachweis, Sero = Serologie, Anaerobier, * = langsames Wachstum
Seite 131 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
--------------------------------------------TM
Mikro
Kultur
AG
PCR
Sero
__________________________________________________________________________
Amnioninfektionssyndrom
Ureaplasma urealyticum
Amnionfl., Abstr. bei Sectio
N
+
0
0
0
Mycoplasma hominis
Amnionfl., Abstr. bei Sectio
N
+
0
0
0
Bacteroides spp.
Amnionfl., Abstr. bei Sectio
N
+
0
0
0
Gardnerella vaginalis
Amnionfl., Abstr. bei Sectio
N
+
0
0
0
Streptokokken der Gruppe B
Amnionfl., Abstr. bei Sectio
N
+
0
0
0
Peptostreptococcus spp.
Amnionfl., Abstr. bei Sectio
N
+
0
0
0
Escherichia coli
Amnionfl., Abstr. bei Sectio
N
+
0
0
0
Enterococcus faecalis
Amnionfl., Abstr. bei Sectio
N
+
0
0
0
_________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich (Transport < 2 h); Mikr =
Mikroskopie (+ = Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ =
Zuordnung möglich, +++ =
Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht
durchgeführt), AG = Antigennachweis, Sero = Serologie, Anaerobier
Seite 132 von 281
1.3.13
Infektionen des Gastrointestinaltraktes
Für die Diagnose der bakteriellen Darminfektionen sind in erster Linie Stuhlproben und
Rektalabstriche geeignet. Rektalabstriche sollten wegen der geringeren Ausbeute nur untersucht
werden, wenn Stuhl nicht gewonnen werden kann. In speziellen Fällen sind auch extraintestinale
Proben wie Blutkulturen, Urin, Lebensmittel oder auch Operationsmaterial von Bedeutung.
1.3.13.1 Erregerspektrum:
Siehe Tabelle 11.
1.3.13.2 Indikation zur mikrobiologischen Untersuchung von Stuhl:
-
Antibiotika-induzierte Diarrhoe (Clostridium difficile)
-
Darminfektionen, unklare Diarrhoe, Salmonellose u. a.
-
Verdacht auf Darmtuberkulose.
1.3.13.3 Untersuchungsmethoden:
Kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate, Mikroskopie, PCR.
1.3.13.4 Probengefäße:
Stuhlröhrchen mit Löffel
1.3.13.5 Untersuchungsmaterial:
-
Darminfektionen
Stuhl
-
V. a. Typhus oder Paratyphus
kulturelle Untersuchung von Blut (Blutkulturen), Stuhl
-
Clostridium difficile-assoziierte Colitis
nur flüssiger Stuhl (> 5 ml), bei weniger Untersuchungsmaterial ist eine weitere Untersuchung
angezeigt.
-
V. a. Parasitenbefall: 3 Stuhlproben im Abstand zwischen 1 - 3 Tagen.
1.3.13.5.1.1 Stuhl
Siehe Kapitel 1.2.11: Untersuchungsmaterial - Gastrointestinaltrakt.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, bei längerer Lagerung bis zu 24 h bei 4°C (Ausnahmen beachten!)
1.3.13.5.1.2 Rektalabstriche
Siehe Kapitel 1.2.11: Untersuchungsmaterial - Gastrointestinaltrakt.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, bei längerer Lagerung bis zu 24 h bei 4!°C.
1.3.13.5.1.3 Lebensmittelproben
-
Lebensmittelproben unter Vermeidung von Kontamination entnehmen
Seite 133 von 281
-
Lebensmittel müssen sofort und gekühlt transportiert werden.
1.3.13.5.1.4 Duodenalsaft
Siehe Kapitel 1.2.11: Untersuchungsmaterial - Gastrointestinaltrakt.
Lagerung und Transport:
Bis zu 24 h bei RT.
1.3.13.6 Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird nach 48 h erstellt.
1.3.13.7 Ergänzende Untersuchungen bei Infektionen des Magen-Darm-Traktes:
-
Magensaft zur Untersuchung auf Tuberkulose
-
Magenschleimhautbiopsie zur Untersuchung von Helicobacter pylori
-
Duodenalsaft zur Untersuchung auf Lamblien
-
Dünndarmbiopsie zur Untersuchung von Mykobakterien
-
Dickdarmbiopsie zur Untersuchung von Amöben
1.3.13.8 Weiterführende Diagnostik:
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Blutige Diarrhoe nach Antibiotikatherapie
C. difficile
Persistierende Enteritis (> 3 Wochen)
Amöben, Lamblien, EHEC, Cyclospora
V. a. Appendizitis
Yersinia enterocolitica
Enteritis mit Fieber und blutige Stühle
EHEC, Campylobacter, Amöben, Balantidium coli
Wässrige Stühle
Lamblien, Kryptosporidien, Vibrio, Aeromonas
hydrophila, Plesiomonas shigelloides, Blastocystis
hominis
Diarrhoe unter Immunsuppression
Kryptosporidien, Mykobakterien, Isospora,
Mikrosporidien (Enterocytozoon bieneusi)
Diarrhoe kurz nach einer Mahlzeit
Clostridium perfringens, Bacillus cereus, S. aureus,
Aeromonas
----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Seite 134 von 281
Tabelle 11: Erregerspektrum bei Infektionen des Gastrointestinaltraktes
(alle aufgelisteten Erreger sind im Rahmen der üblichen mikrobiologischen Diagnostik nachweisbar)
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
--------------------------------------------TM
Mikr
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Diarrhoe
Erwachsene und Kinder
Salmonella spp.
Stuhl
0
---
+
0
0
0
Shigella spp.
Stuhl
0
---
+
0
0
0
Campylobacter spp.
Stuhl
0
---
+
0
0
0
Yersinia enterocolitica
Stuhl
0
---
+
0
0
+
Yersinia pseudotuberculosis
Stuhl
0
---
+
0
0
0
Plesiomonas shigelloides
Stuhl
0
---
+
0
0
0
Aeromonas hydrophila
Stuhl
0
---
+
0
0
0
Vibrio cholerae
Stuhl
+
---
+
0
0
0
Salmonella typhi
Stuhl, Blut
0
---
+
0
0
+
Salmonella paratyphi
Stuhl, Blut
0
---
+
0
0
+
(C. jejuni, C. coli, C. lari, C. fetus)
Kinder < 2 Jahre
Escherichia coli (obligat pathogen)
Stuhl
0
---
+
0
+
0
EHEC*
Stuhl
0
---
+
0
+
+
ETEC, EPEC, EIEC
Stuhl
0
---
+
0
+
+
Stuhl
0
---
+
+
0
0
Stuhl
0
---
+
0
0
0
Entamoeba histolytica
Stuhl
0
+++
0
0
0
+
Giardia lamblia
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Blastocystis hominis
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Clostridium difficile
Stuhl
0
---
+
+
0
0
Stuhl
0
---
+
0
0
+
(Toxinnachweis)
Antibiotikatherapie/Intensivpflege
Clostridium difficile
(Toxinnachweis)
Candida spp.
Persistierende Enteritis (> 3 Wochen)
Appendizitische Symptome
Yersinia spp.
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich; Mikr = Mikroskopie (+ =
Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++
=
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht durchgeführt), AG =
Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier
Seite 135 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
------------------------------------------------------TM
Mikro
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Reiseanamnese
Entamoeba histolytica
Stuhl
0
+++
0
0
0
+
Isospora belli
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Giardia lamblia
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Cryptosporidium spp.
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Strongyloides stercoralis
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Cyclospora cayetanensis
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Giardia lamblia
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Cryptosporidium spp.
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Vibrio parahaemolyticus
Stuhl
0
0
+
0
0
0
Aeromonas hydrophila
Stuhl
0
0
+
0
0
0
Plesiomonas shigelloides
Stuhl
0
0
+
0
0
0
Entamoeba histolytica
Stuhl
0
+++
0
0
0
+
Campylobacter jejuni
Stuhl
0
---
+
0
0
0
EHEC
Stuhl
0
---
0
0
+
+*
wässriger Stuhl
Fieber, Blut im Stuhl
Immunsuppression/HIV-Infektion
Giardia lamblia
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Cryptosporidium spp.
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Entamoeba histolytica
Stuhl
0
+++
0
0
0
+
Microsporidium spp.
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Blastocystis hominis
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Strongyloides stercoralis
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Candida spp.
Stuhl
0
---
+
0
0
0
atypische Mykobakterien
Stuhl
0
+++
+
0
0
0
+
0
+
+
Ulcuserkrankung
Helicobacter pylori
Biopsat
Spezialmedium
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich; Mikr = Mikroskopie (+ =
Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++
=
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht durchgeführt), AG =
Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier
Seite 136 von 281
__________________________________________________________________________
Material
Angewandte Nachweisverfahren
------------------------------------------------------TM
Mikro
Kultur
AG
PCR
AK
__________________________________________________________________________
Infektionen nach dem Genuss von Lebensmitteln
Salmonella spp.
Stuhl, Lebensmittel
0
---
+
0
0
+
Staphylococcus aureus
Lebensmittel
0
---
+
0
0
0
Bacillus cereus
Lebensmittel
0
---
+
0
0
0
Clostridium botulinum
Lebensmittel, Blut
0
---
0
0
0
0
Clostridium perfringens
Lebensmittel
0
---
+
0
0
0
Vibrio parahaemolyticus
Stuhl, Lebensmittel
0
---
+
0
0
0
Listeria monocytogenes
Lebensmittel
0
---
+
0
0
0
Taenia saginata
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
Taenia solium
Stuhl
0
+++
0
0
0
0
(auch Toxinnachweis)
(Toxinnachweis)
________________________________________________________________________________________
TM = Transportmedium, D = Direktbeimpfung des Mediums, N = Nativmaterial bzw. nativer Abstrich; Mikr = Mikroskopie (+ =
Nachweis von Mikroorganismen allgemein, ++ = Nachweis von Mikroorganismen, gattungsspezifische Zuordnung möglich, +++
=
Spezialfärbungen, -techniken, die eine mikrobiologische Diagnose erlauben, --- =
nicht durchgeführt), AG =
Antigennachweis, AK = Antikörpernachweis, Anaerobier
Seite 137 von 281
1.3.14
Infektionen durch Parasiten
Endoparasiten (Protozoen und Helminthen) können zu unterschiedlichen Zeitpunkten verschiedene
Kompartimente des menschlichen Wirtes befallen. Da die Untersuchungsverfahren und die
Materialien sehr unterschiedlich sind, ist ein allgemeines Parasiten-Screening nicht möglich. Vielmehr
muss vor der Untersuchung eine Eingrenzung aufgrund der (Reise-) Anamnese sowie der
organbezogenen
Symptomatik
vorgenommen
werden.
Daraufhin
erfolgt
die
Auswahl
des
einzusendenden Materials. Bei negativem Befund müssen Untersuchungen gegebenenfalls
(mehrmals) wiederholt werden, da die Präpatenzzeit (Zeit bis zum Nachweis von Nachkommen des
Parasiten bzw. dessen Geschlechtsprodukten) möglicherweise noch nicht abgelaufen ist.
1.3.14.1 Erregerspektrum:
Siehe Tabelle 12.
1.3.14.2 Indikationen für die mikrobiologische Untersuchung:
-
Parasiten-Diagnostik aufgrund der klinischen organbezogenen Symptomatik
-
Gezielte Diagnostik bei Verdacht auf eine bestimmte Parasitose
1.3.14.3 Untersuchungsmethoden:
Mikroskopie im Stuhl oder von Organbiopsien, PCR, Antikörpernachweis, selten kulturelle
Anzucht.
1.3.14.4 Untersuchungsmaterialien:
Stuhl, Organbiopsien, Blut, Knochenmark, Sekrete, Punktate, Urin.
1.3.14.5 Materialentnahme:
1.3.14.5.1 Nativblut
Entnahme aus dem Finger, dem Ohrläppchen oder aus der Spritze; Nativblut ist besser
geeignet als Blut mit gerinnungshemmenden Zusätzen.
1.3.14.5.2 Knochenmark
Es lässt sich wegen der schnell einsetzenden Gerinnung ein Heparinzusatz in der Regel nicht
vermeiden. Vom aspirierten Mark werden 0,2 – 0,3 ml steril auf 2 Kulturröhrchen verteilt
(Gefäße bei Speziallabor anforderbar, Tel. 46912). Bereits auf Objektträgern ausgestrichenes
Blut oder Knochenmark können nach Lufttrocknung ebenfalls versendet werden.
1.3.14.5.3 Stuhl
Bei Verdacht auf Parasitenbefall des Darmes sollten 3 Stuhlproben untersucht werden, die im
Abstand zwischen 1 - 3 Tagen eingesandt werden sollten.
Stuhlmenge:
ca. 5 g (etwa bohnengroß)
Lagerung:
≤ 24 h bei Raumtemperatur, in Ausnahmefällen bei 4°C
Seite 138 von 281
1.3.14.5.4 Duodenalsaft
Duodenalsaft kann zur Untersuchung auf Trophozoiten von Giardien (rascher Transport
erforderlich!) und zum Nachweis von Eiern hepatischer Trematoden eingesendet werden.
Material darf nicht gekühlt werden!
1.3.14.5.5 Urin
Zum Nachweis von Schistosomen-Eiern wird 24 h-Sammelurin benötigt. Der Versand von
größeren Volumina kann vermieden werden, indem ein Sediment des 24 h-Urins vorab
hergestellt wird.
1.3.14.5.6 Sputum
Zum Nachweis von Helminthen, die als Larve einen pulmonalen Wanderweg durchlaufen
(Ascaris, Hakenwürmer, Strongyloides) sowie von Eiern des Lungenegels kann Sputum bei
respiratorischen Symptomen in einem Sputumröhrchen eingesendet werden.
1.3.14.5.7 Nadelpunktion, Hautbiopsie, Organbiopsie
Durch Nadelpunktion oder Hautbiopsie kann Material aus der Randzone von Hautulzera
gewonnen werden. Alle Gewebebiopsien (z.B. Leber, Milz, Lymphknoten, Duodenum, Colon)
sollten in wenig NaCl versendet werden, damit sie während des Transportes nicht
eintrocknen.
1.3.14.5.8 Tupfpräparate von Organschnitten
Diese Materialien können unmittelbar nach dem Eintrocknen auf dem Objektträger versendet
werden; eine Fixierung in absolutem Methanol kann auch bereits vor dem Versand erfolgen.
Beim Versand sollte daraufhin angegeben werden, ob die Präparate bereits fixiert sind.
1.3.14.6 Lagerung und Transport:
Die Proben können mit Ausnahme von Untersuchungen auf Amöben und Giardien bis zu 24 h
bei Raumtemperatur gelagert werden.
1.3.14.6.1 Amöben und Lamblien
Bei V. a. Giardiasis oder eine invasive Amöbiasis muss frischer Stuhl untersucht werden, d. h.
der Stuhl muss innerhalb von 30 Minuten ins Labor gebracht werden (bewegliche
Trophozoiten
sind
etwa
eine
Stunde
lang
nachweisbar).
Falls
trotz
wiederholter
Stuhluntersuchungen keine Giardien nachweisbar sind, sollte Duodenalsaft untersucht
werden.
Bei
einer
asymptomatischen
Amöbeninfektion
genügt
der
Nachweis
von
Amöbenzysten (Dauerformen), d. h. der Stuhl kann bis zu 24 Stunden gelagert werden.
Seite 139 von 281
Tabelle 12.1: Parasitendiagnostik aufgrund der klinischen Symptomatik
Symptomatik
Untersuchung
Parasitose
Gastrointestinale Symptomatik
Mikroskopie v. Stuhl
Giardiasis, Amöbiasis, Balantidiose, BlastocystisInfektion, Mikrosporidiose, Kokzidieninfektion,
Nematoden-, Zestoden- und Trematoden-Befall
Mikr. v. Duodenalsaft
Giardiasis, Befall mit hepatischen Trematoden
Blutausstrich/Dicker Tr.
Malaria
Serologie
Amöbiasis, Schistosomiasis, TrematodenInfektionen*,
Toxocariasis, Trichinellose
Duodenalbiopsie**
Giardiasis, Mikrosporidiose, Strongyloidiasis
Colon-, Rektumbiopsie** enterale Schistosomiasis
Fieber
Blutausstrich/Dicker Tr.
Malaria, Babesiose, afrik. Schlafkrankheit, ChagasErkrankung, Filariasis
Serologie
Toxoplasmose, Leishmaniasis, Schistosomiasis,
Filariasis*, Chagas-Erkrankung*, Trichinellose
Hepatische Erkrankung
Mikroskopie v. Stuhl
Schistosomiasis, Lebertrematoden-Infektionen,
Amöbiasis, Mikrosporidien
Mikr. v. Duodenalsaft
Mikrosporidien, Lebertrematoden-Befall
Serologie
Amöbiasis, Leishmaniasis, Schistosomiasis,
Echinokokkose, Toxocariasis, TrematodenInfektion*
Leberbiopsie**
Mikrosporidiose, Schistosomiasis, Toxocara-,
Trematoden-Infektion
Splenomegalie
Atemwegserkrankungen
Bluttausstrich/Dicker Tr.
Malaria, Babesiose
Serologie
Leishmaniasis
Milzbiopsie**
Leishmaniasis
Mikroskopie v. Sputum
Nematoden-Infektionen, Paragonimiasis*,
Mikrosporidiose und Kryptosporidiose (immunsupprimierte Patienten)
Lymphadenopathie
Serologie
Echinokokkose, Paragonimiasis*
Lymphknotenpunktat**
Toxoplasmose, Leishmaniasis, afrik.
Schlafkrankheit, Chagas-Erkrankung
Serologie
Toxoplasmose, Leishmaniasis, Filariasis*, ChagasErkrankung*, afrik. Schlafkrankheit*
__________________________________________________________________________
Seite 140 von 281
Symptomatik
Untersuchung
Parasitose
_________________________________________________________________________
Urogenitale Erkrankung
Kardiale Erkrankung
Mikrosk. v. Vaginalabstrich
Trichomoniasis
Mikroskopie v. Urin
Mikrosporidien, Schistosomiasis
Blutausstrich
Malaria
Blutausstrich
Malaria, Chagas-Erkrankung
Serologie
Toxoplasmose, Trichinellose,
Toxocariasis, Chagas-Erkrankung*
Hautveränderungen
Myokardbiopsie**
Chagas-Erkrankung
Hautbiopsie**, Punktat
Leishmaniasis, Filariasis (Onchozerkose
und Mansonellose), Zerkariendermatitis
Serologie
Leishmaniasis, Schistosomiasis,
Onchozerkose*,
Trichinellose, Toxocariasis
ZNS-Erkrankungen
Blutausstrich
Malaria, afrik. Schlafkrankheit
Liquor
Acanthamöben-, Naegleria-Infektionen,
afrik. Schlafkrankheit
Serologie
Toxoplasmose, Toxocariasis,
Schistosomiasis, Echinokokkose,
Zystizerkose, afrik. Schlafkrankheit*
Augen-Erkrankungen
Hirnbiopsie**
Acanthamöben-, Naegleria-Infektionen
Kornealmaterial
Acanthamöben-Infektion, Mikrosporidiose
Serologie
Toxoplasmose, Toxocariasis,
Zystizerkose, Echinokokkose,
Onchozerkose*
Eosinophilie
Serologie
Toxocariasis, Trichinellose,
Schistosomiasis, Filariasis*,
Sputum
Askariasis, Hakenwurminfektion,
Strongyloidiasis
Stuhl
Askariasis, Hakenwurminfektion,
Strongyloidiasis, Schistosomiasis
Muskelbiopsie**
Trichinellose
__________________________________________________________________________
*) Diese Untersuchungen werden auswärtig vom Bernhard-Nocht-Institut durchgeführt (BernhardNocht-Institut für Tropenmedizin, Bernhard-Nocht-Str. 74, 20359 Hamburg).
**) Es sollte von diesen Materialien immer parallel eine Probe zur histopathologischen Untersuchung
an das Institut für Pathologie geschickt werden (ggf. Spezialfärbungen für Parasiten).
Seite 141 von 281
Tabelle 12.2: Vorgehen bei der Untersuchung auf bestimmte Parasiten
Parasit
Probenmaterial
Versand
Ascaris lumbricoides
Stuhl, (Sputum)
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Balantidium coli (bei Metzgern, Bauern)
blutiger Stuhl
Raumtemperatur, ≤ 1 h
Babesia microti, divergens, canis
Kapillarblut, evtl. EDTA-Blut
Raumtemperatur, ≤ 1 h
Bandwürmer (Taenia, Diphyllobothrium, Hymenolepis)
Stuhl
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Blastocystis hominis (fakultativ pathogen)
Stuhl
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Cryptosporidium parvum (bes. Immunsupprimierte)
Stuhl, Bronchiallavage, (Sputum)
Raumtemperatur, ≤ 1 h
Echinococcus spp.
Serologie
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Ektoparasiten (Flöhe, Läuse, Zecken)
Parasit selbst oder Teile dessen
70%-iger Alkohol
Endoparasiten (ganze Würmer oder Bestandteile)
Parasit selbst oder Teile dessen
Kochsalzlösung, ≤ 24 h
Entamoeba histolytica
Stuhl mit blutigem Schleim
Raumtemperatur , ≤ 1 h
Serum bei invasiven Formen
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Enterobius vermicularis (Oxyuren)
perianales Abklatschpräparat
Raumtemperatur, ≤ 24 h
(Tesafilm auf Objektträger)
Filarien (Haut: Onchocerca u. a.)
Skin snips in NaCl,
Raumtemperatur , ≤ 1 h
(Scapula, Beckenkamm, Wade)
Filarien (Blut: Loa, Wuchereria, Brugia u. a.)
Serologie*
Raumtemperatur, ≤ 24 h
EDTA-Blut (12:00 Loa,
Raumtemperatur , ≤ 1 h
24:00 Wuchereria/Brugia),
Serologie*
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Giardia duodenalis
Stuhl, Duodenalsaft
Raumtemperatur, ≤ 1 h
Hakenwürmer (Ancylostoma, Necator)
Stuhl, (Sputum)
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Kokzidien (Isospora, Cyclospora, Sarcocystis)
Stuhl
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Lebertrematoden (Fasciola*, Clonorchis u. a.)
Stuhl, Serum*, Duodenalsaft
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Leishmania spp. bei kutaner Leishmaniose
Punktat, Biopsie
Raumtemperatur, ≤ 1 h
Leishmania spp. bei viszeraler Form
Punktat, Biopsie, Serum
Raumtemperatur ,≤ 1 h
Leishmania spp. bei mukokutaner Form
Punktat, Biopsie, Serum
Raumtemperatur ,≤ 1 h
Mikrosporidien (Enterocytozoon spp. u. a.)
Stuhl, Urin, Duodenalaspirat
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Duodenalbiopsie, Konjunktivalabstrich, Raumtemperatur ,≤ 1 h
Korneaspäne
Paragonimus spp. (nach Krabbengenuss)
Sputum, Serologie*
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Plasmodium spp. (Malaria)
Kapillarblut, evtl. EDTA-Blut
Raumtemperatur ,≤ 1 h
Schistosoma haematobium (Blasenbilharziose)
24 h-Sammelurin, Serologie,
Raumtemperatur, ≤ 1 h
Blasenbiopsie
S. japonicum, S. mansoni u. a. (Darmbilharziose)
Stuhl, Serologie, Rektumbiopsie
Raumtemperatur, ≤ 1 h
Strongyloides stercoralis
Stuhl, (Sputum)
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Toxocara canis, cati
Serologie
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Toxoplasma gondii
Serologie, Lypmhknotenaspirat
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Trichomonas vaginalis
Zervix-, Vaginalsekret, Urin
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Trichuris trichiura
Stuhl
Raumtemperatur, ≤ 24 h
Trichinella spiralis
Serologie, Muskelbiopsie
Raumtemperatur, ≤ 1 h
Trypanosoma brucei rh/gamb (afrik. Schlafkrankheit)
EDTA-Blut, Liquor, Serologie*
Raumtemperatur, ≤ 1 h
Trypanosoma cruzi (Chagas-Erkrankung)
EDTA-Blut, Organbiopsien, Serologie* Raumtemperatur, ≤ 1 h
Seite 142 von 281
1.4 Diagnostik bei Infektionen mit seltenen Erregern
Acanthamoeba
Actinomyces spp.
Amöben (Entamoeba histolytica)
Anaerobier
Aspergillus spp.
Außereuropäische Pilze (Dimorphe Pilze)
Bacillus anthracis (Anthrax)
Bartonella spp.
Bordetella pertussis/ B. parapertussis
Borrelia burgdorferi
Brucella spp.
Candida spp.
Capnocytophaga spp.
Chlamydophila pneumoniae
Chlamydophila psittaci
Chlamydia trachomatis
Clostridium spp.
Corynebacterium diphtheriae
Coxiella burnetii
Cryptococcus neoformans
Cryptosporidium spp.
Dermatophyten
Echinococcus spp.
Erysipelothrix
Francisella tularensis
Giardia lamblia
Erreger der HACEK-Gruppe
Legionella spp.
Leishmanien
Leptospira spp.
Listeria spp.
MRSA (Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus)
Mycoplasma hominis
Mycoplasma pneumoniae
Mycobacterium tuberculosis-Komplex
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Nicht-tuberkulöse Mykobakterien (NTM)
Neisseria gonorrhoeae
Nocardia spp.
Pneumocystis jirovecii
Staphylococcus spp.
Streptococcus spp.
Ureaplasma urealyticum
Vibrio cholerae
Yersinia enterocolitica
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1.4.1 Acanthamoeba
Klinik:
Akanthamöben verursachen im ZNS eine Meningoenzephalitis und am Auge eine Keratitis.
Untersuchungsmethode:
Der mikrobiologische Nachweis erfolgt mikroskopisch oder kulturell.
Untersuchungsmaterial:
-
Liquor bei Enzephalitis (mindestens 1 ml)
-
Hornhaut-Abrasio-Material
-
Hornhautgeschabsel auf Objektträger
-
Kontaktlinsen oder Kontaktlinsen-Aufbewahrungsmedium
Probengefäße:
Universalröhrchen mit blauem Schraubverschluss
Zur kulturellen Anzüchtung muss ein Transportmedium (Page-Medium) verwendet werden
(Anforderung unter Tel. Nr. 46939).
Lagerung und Transport:
Der Transport muss innerhalb von 2 h bei Raumtemperatur erfolgen. Da Akanthamöben
kälteempfindlich sind, sollen die Untersuchungsmaterialien nicht im Kühlschrank aufbewahrt
werden. Eine längere Lagerung ist nicht möglich.
Dauer der Untersuchung:
Die mikroskopische Untersuchung dauert ca. 2 h, die kulturelle Anzüchtung bis zu 7 Tagen.
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1.4.2 Actinomyces spp.
Klinik:
Aktinomyzeten
verursachen
zervikofaziale,
thorakale,
abdominale
und
pelvine
Aktinomykosen.
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate; Identifizierung durch 16 S rRNASequenzanalyse.
Untersuchungsmaterial:
Abszesspunktate,
intraoperativ
Wundabstriche,
Fistelsekret,
Biopsien,
respiratorische
Sekrete,
gewonnene Materialien, Spiralen. Sehr gut geeignet sind endoskopisch
gewonnene Bronchialsekretproben und Abszess- oder Empyemeiter (durch transthorakale
Lungenpunktion oder perkutane Nadelbiopsie gewonnen).
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauen Schraubverschluss, Universal-Probenröhrchen mit
Thioglykolatbouillon, Universal-Abstrichröhrchen mit blauer Kappe.
Lagerung und Transport:
- ≤ 2 h bei RT, bei längerem Transport bis zu 24 h im Transportmedium bei RT
- Aktinomyzeten sind kälteempfindlich und dürfen nur kurz bei 4°C gelagert werden
- manche Spezies sind empfindlich gegen NaCl, daher Transport in Ringerlösung
Dauer der Untersuchung:
Die kulturelle Anzüchtung ist langwierig und kann bis zu 2 Wochen dauern. Ein negativer
Befund wird nach 2 Wochen erstellt.
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1.4.3 Amöben (Entamoeba histolytica)
Klinik:
Über 90% der mit Amöben infizierten Personen sind asymptomatische Träger. In
unkomplizierten Fällen verursachen Amöben eine akute Rektokolitis, in komplizierten Fällen
entsteht eine Dysenterie mit blutig-schleimigen Durchfällen, Koliken und Tenesmen.
Ulzerationen führen zu Peritonitis. Abszessbildung in Leber und im ZNS möglich.
Untersuchungsmethode:
- Stuhl: Mikroskopie
- Leberabszesse: radiologischer Nachweis, die Punktion des Abszesses sollte unterbleiben
- Antikörpernachweis (mittels Immunfluoreszenz; siehe Leistungskatalog Serologie)
Untersuchungsmaterial:
Stuhl bei Dysenterie (Nachweis von Trophozoiten, Zysten), bei Trägern (oft Zysten)
Trophozoiten bleiben bei RT ca. 1 h vital, d. h. Stuhl muss im Labor warm ankommen.
Punktate
-
Probengefäße:
Stuhlröhrchen mit Löffel.
Lagerung und Transport:
-
Dysenterie: Stuhl ≤ 1 h bei RT; ist das nicht möglich, bis zu 24 h im Transportmedium
bei RT; der sollte in einem Stuhlröhrchen in einem Becher mit warmem Wasser (37°C)
transportiert werden.
Eine Untersuchung von Nativmaterial, das länger als 2 h unterwegs ist, macht
keinen Sinn!
-
Asymptomatische Infektion:
Stuhl: ≤ 24 h bei RT (Nachweis von Zysten)
Serum: ≤ 24 h bei RT.
Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird nach 24 h erstellt.
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1.4.4 Anaerobier
Klinik:
Abszesse, Pleuraempyem, Aspirationspneumonie, Appendizitis, Peritonitis, infizierte Ulzera.
Untersuchungsmethoden:
Kulturelle
Anzucht
mit
Resistenzbestimmung
der
Isolate
(MHK-Bestimmung),
ggf.
Identifizierung durch 16 S rRNA-Sequenzanalyse.
Untersuchungsmaterialien:
Geeignete Materialien:
Abszess- und Biopsiematerial, Fistelsekrete, Eiter aus tiefen Wunden, intraoperative
Abstriche (falls die Gewinnung von Aspiraten nicht möglich), Punktate (z. B. Pleurapunktat),
Pericardflüssigkeit, Peritonealflüssigkeit, Ascites, Gewebeproben bei Myositis oder Cellulitis,
tracheales Aspirat, bronchoalveoläre Lavage (BAL), Blasenpunktionsurin, Nierenbeckenurin,
Zervixabstriche, Knochenstücke bei Osteomyelitis, Blutkulturen und Liquores, jedoch nur auf
Anforderung und bei V. a. Hirnabszess.
Ungeeignete Materialien:
Alle Materialien, die mit Normalflora kontaminiert sind, sind zur Untersuchung auf Anaerobier
ungeeignet (Sputum, Trachealsekret, Vaginalabstriche): Nasen- oder Rachenabstriche,
Abstriche von oberflächlichen Wunden, Sputum, Mittelstrahl- oder Katheterurin und
Vaginalabstriche.
Probengefäße:
-
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe (mit Transportmedium für Anaerobier)
-
Universal-Probenröhrchen mit blauem Schraubverschluss (ohne Transportmedium,
daher nur für den sofortigen Transport geeignet)
-
Probenröhrchen oder Weithalsgefäße mit Thioglykolatbouillon (anzufordern unter Tel.
201-46918)
-
Blutkulturflaschen.
Materialentnahme:
-
Untersuchungsmaterialien rasch und blasenfrei entnehmen
-
die Materialien dürfen nicht mit Normalflora kontaminiert werden, daher empfiehlt sich vor
der Abnahme eine gründliche Desinfektion der Haut bzw. Schleimhaut und die Aspiration
mit einer Kanüle und Spritze
-
falls möglich, Einsendung von Punktionsmaterial (>1 ml) oder Gewebebiopsien (in wenig
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Kochsalz, besser in hochwertiger Nährbouillon oder Ringer-Lösung transportieren)
-
statt Ulzera sind Biopsate oder Aspirate zu bevorzugen; diese möglichst vom Ulkusrand
entnehmen, Abstriche sind nur in Ausnahmefällen und mit Transportmedium zu
verwenden
-
Wichtige Materialien wie Hirnabszesse sollten telefonisch im Labor (Tel. 201-46918)
angemeldet werden.
Lagerung und Transport:
-
Die Materialien müssen von der Probenentnahme bis zur Verarbeitung im Labor vor
Sauerstoffeinfluss geschützt werden!
-
Transportzeiten daher so kurz wie möglich halten; am besten die Proben sofort nach der
Gewinnung ins Labor schicken; ist dies nicht möglich, Transportmedien für Anaerobier
verwenden, ersatzweise Transportmedien für anspruchsvoll wachsende Keime oder
Blutkulturflaschen (Einimpfen des Materials). Ein trockener Abstrich ist unakzeptabel!
-
Flüssige Materialien nicht in verschlossenen Spritzen transportieren, den Spritzeninhalt
in ein steriles Gefäß überführen.
-
Liquor sollte sofort nativ und nicht in Nährmedien transportiert werden!
-
Untersuchungsmaterialien bis zum Transport bei Raumtemperatur lagern! Sie gehören
weder in den Kühlschrank noch sollten sie eingefroren werden!
-
flüssige Materialien (Punktate, Sekrete usw.):
ohne Transportmedium: ≤ 2 h bei Raumtemperatur, eine längere Lagerung ist nicht
möglich!
mit Transportmedium: bis zu 24 h bei Raumtemperatur
-
Biopsiematerial:
ohne Transportmedium: ≤ 2 h bei Raumtemperatur, eine längere Lagerung ist nicht
möglich!
-
Abstriche:
ohne Transportmedium: ≤ 2 h bei Raumtemperatur, eine längere Lagerung ist nicht
möglich!
mit Transportmedium: bis zu 24 h bei Raumtemperatur.
Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird nach 7 Tagen erstellt.
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1.4.5 Aspergillus spp.
Klinik:
Organ-
und
Systemmykosen,
Otomykosen
bei
Otitis
externa,
Mykosen
von
Verbrennungswunden.
Untersuchungsmethoden:
-
Mikroskopie des Nativmaterials
-
Kulturelle Anzucht
-
Resistenzbestimmung (MHK-Bestimmung), nur nach Anforderung (Te.: 201-46918)
-
DNA-Nachweis mittels PCR (Sensitivität geringer als der AG-Nachweis, Spezifität 100%)
-
Antigennachweis (Platelia-Test; Sensitivität 60 - 90%, Spezifität > 95%)
-
Antikörpernachweis
Untersuchungsmaterial:
-
Kultur: Sputum, BAL, Bronchial-, Trachealsekret, Spülflüssigkeit, Liquor, Biopsiematerial
-
Antigen und PCR: Blut, Liquor und Sekrete aus den Atemwegen
Aspergillen
sind
aus
Blut
und
Liquor
nur
selten
anzüchtbar,
ggf.
kann
ein
Anzüchtungsversuch mit Nativblut in einer mykologischen Bouillon versucht werden
(Kontaktaufnahme mit dem Pilzlabor Tel. 201-46910).
Aufgrund der besseren Sensitivität empfiehlt sich bei V. a. eine Aspergillose ein AntigenNachweis aus Blut, Liquor oder aus Sekreten aus den Atemwegen.
Um die Sensitivität der Sputumkultur zu steigern, sollten bei klinischem Verdacht wenigstens
3 aufeinanderfolgende Kulturen untersucht werden.
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauer Verschlusskappe.
Lagerung und Transport:
Bis zu 24 h bei Raumtemperatur (Aspergillen sind empfindlich gegenüber Kälte)
Dauer der Untersuchung
Mikroskopie: 30 - 60 min, Kultur: 2 - 5 Tage, Resistenzbestimmung: 2 Tage,
Antigennachweis: 1 Tag.
PCR: 2 Tage.
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1.4.6 Außereuropäische Pilze (Dimorphe Pilze)
Histoplasma
capsulatum,
Blastomyces
dermatitidis,
Coccidioides
immitis,
Paracoccidioides brasiliensis.
Außereuropäische Pilze gehören zu den Mikroorganismen der Risikogruppe 3. Wegen der
Gefahr einer Laborinfektion sollte bei V. a. eine außereuropäische Pilzinfektion das Labor
vor Einsendung des Materials telefonisch verständigt werden (Tel.: 201-46910). Außerdem
muss ein Vermerk auf dem Einsendeschein gemacht werden.
Klinik:
Pneumonien und Organmykosen insbesondere im ZNS, Verletzungsmykosen.
Untersuchungsmethoden:
-
Kultur, Mikroskopie, ggf. Identifizierung mittels 16 S rRNA-Sequenzanalyse
-
Antikörpernachweis
Untersuchungsmaterial
Sputum, BAL, Trachealsekret, Bronchialsekret, Liquor, Abszessmaterial, Punktate, Biopsien.
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss, Universal-Abstrichtupfer mit blauer
Kappe. Die Gefäße müssen bruchsicher sein!
Lagerung und Transport:
Bis zu 24 h bei Raumtemperatur.
Dauer der Untersuchung:
Die kulturelle Anzucht kann bis zu 4 Wochen dauern. Ein negativer Befund wird nach 4
Wochen erstellt.
Meldepflicht!
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1.4.7 Bacillus anthracis (Anthrax)
B. anthracis gehört zu den Mikroorganismen der Risikogruppe 3. Wegen der Gefahr einer
Laborinfektion, Verdachtsdiagnose "Anthrax" oder "Milzbrand" auf dem Einsendeschein
vermerken!
Klinik:
Man unterscheidet den Lungen-, Haut- und Darmmilzbrand. Infektionen treten nach
Exposition zu Weidetieren (Rinder, Schafe, Ziegen, Pferde, Schweine) auf, ferner bei
Kontakt mit Roh-Wolle und Fellen. Betroffen sein können Veterinäre, Scherer, Gerber sowie
Beschäftigte in Woll-, Leder- und Pinselfabriken. Bei der Hautinfektion bildet sich an der
Inokulationsstelle eine hämorrhagische Pustel mit zentraler Nekrose. Lymphogene Aussaat
ist möglich.
Untersuchungsmaterial:
Sekrete der Atemwege, Wundabstriche, Biopsien.
Untersuchungsmethode:
-
Kultur mit Resistenzbestimmung der Isolate
-
Identifizierung der Isolate mittels 16 S rRNA-Sequenzanalyse.
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss (bruchsicher!), Universal-Abstrichtupfer
mit blauer Kappe.
Lagerung und Transport:
Bis zu 24 h bei Raumtemperatur oder bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
Die Dauer der Untersuchung beträgt ca. 4 Tage. Ein negativer Befund wird nach 4 Tagen
erstellt.
Meldepflicht!
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1.4.8 Bartonella spp.
Klinik:
B. henselae ist der häufigste Erreger der Katzenkratzkrankheit. Die Bakterien werden durch
Bisse, häufiger durch Kratzverletzungen von Katzen auf den Menschen übertragen. Nach ca.
2 Wochen kommt es zu einer regionalen Lymphadenopathie, Kopfschmerzen, Fieber und
Müdigkeit.
Schwere
Verläufe
einer
Enzephalitis,
chronische
Lymphadenopathien,
Bakteriämien mit und ohne Endokarditis sind beschrieben. Bei immunsupprimierten
Patienten kann sich eine generalisierte Form mit Beteiligung von Leber, Milz und
Knochenmark entwickeln. B. henselae ist auch der Erreger der bazillären Angiomatose und
der bazillären Peliosis.
B. quintana verursacht bei HIV-infizierten und anderen immungeschwächten Patienten
Bakteriämien und Lymphadenopathien.
Untersuchungsmaterial:
Biopsiematerial, Lymphknoten in wenig NaCl, Serum zum Antikörpernachweis.
Untersuchungsmethode:
-
DNA-Nachweis mittels PCR (externe Untersuchung)
-
Antikörpernachweis (externe Untersuchung)
Dis Untersuchungen werden im Institut für Medizinische Mikrobiologie der Universität
Tübingen, Elfriede-Aulhorn-Straße 6, 72076 Tübingen (Tel.: 07071-2982349) durchgeführt.
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Schraubverschluss, Serumröhrchen.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei Raumtemperatur, ist dies nicht möglich bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
ca. 1 Woche, da externe Untersuchungen!
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1.4.9 Bordetella pertussis – B. parapertussis - Keuchhusten
Klinik:
Der typische Verlauf des Keuchhustens wird in 3 Stadien eingeteilt: Beginn mit dem Stadium
catarrhale über 1-2 Wochen, Stadium convulsivum über 4-6 Wochen und im Anschluss
daran das Stadium decrementi.
Untersuchungsmaterial:
-
transnasale Rachenhinterwandabstriche
-
Rachenabstriche sind ungeeignet
-
Serumröhrchen zum Antikörpernachweis
Untersuchungsmethoden:
-
DNA-Nachweis mittels PCR (ist der Kultur überlegen) (externe Untersuchung)
-
Antikörpernachweis (externe Untersuchung)
Die Untersuchungen werden im Institut für Hygiene und Mikrobiologie im Klinikum Krefeld,
Lutherplatz 40, 47805 Krefeld (Tel.: 02151-322462) durchgeführt.
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe, Calcium-Alginat-Tupfer können auf die PCR
inhibitorisch wirken.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
ca. 1 Woche, da externe Untersuchungen!
Der Nachweis von IgA- oder IgG-Antikörpern ist für die Akutdiagnostik nicht geeignet. Er ist
aber für epidemiologische Fragestellungen von Interesse.
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1.4.10
Borrelia burgdorferi - Borreliose
Klinik:
Borrelien werden durch Zecken übertragen. Während der Blutmahlzeit der Zecken wandern
die Borrelien aus deren Darm in die Speicheldrüsen und gelangen von dort in die Haut des
Wirtes. Dort erfolgt zunächst eine lokale Ausbreitung der Erreger; später disseminieren die
Keime über die Blut- und Lymphwege in verschiedene Organe.
Stadium I:
An der Einstichstelle bildet sich ein Erythema migrans. Die Hauterscheinung kann über
Wochen persistieren (Erythema chronicum migrans). Daneben kann eine Lymphadenitis
cutis benigna auftreten.
Stadium II:
Klinische Manifestation: Haut, Nervensystem (Fazialisparesen, Zeichen der Meningitis), Herz
(Rhythmusstörungen) und Bewegungsapparat. Häufig klagen die Patienten über Müdigkeit
und ein deutliches Krankheitsgefühl. Fieber und eine generalisierte Lymphadenitis können
vorkommen.
Die
häufigste
Manifestation
in
Europa
ist
die
Neuroborreliose
(Meningopolyneuritis Garin-Bujadoux-Bannwarth).
Stadium III:
Es tritt Monate bis Jahre nach der Infektion auf. Klinisch manifestiert sich die Erkrankung
durch die Acrodermatitis chronica atrophicans und durch rheumatische Beschwerden
(Gelenkentzündungen mit Ergussbildung). Die chronische Neuroborreliose zeichnet sich
durch eine chronische Meningitis oder Enzephalomyelitis mit lymphozytärer Pleozytose im
Liquor über mehr als 6 Monate aus. Gelenkentzündungen (Lyme-Arthritis), Myositis, Bursitis
ergänzen das rheumatologische Krankheitsbild.
Untersuchungsmaterial:
Antikörpernachweis: Serum, Liquor
PCR: Punktate, Gewebeproben.
Probengefäße:
Serumröhrchen, Universal-Probengefäß mit blauem Verschluss.
Untersuchungsmethoden:
- Antikörpernachweis im Rahmen einer Stufendiagnostik:
1. Schritt: Suchtest mittels ELISA
2. Schritt: Bestätigungstest mittels Immunoblot
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- DNA-Nachweis mittels PCR
Besonderheiten:
Bei Neuroborreliose Nachweis von intrathekal gebildeten Antikörpern (Serum-Liquor-Index).
Verlaufsuntersuchungen bei grenzwertigem oder negativem Ergebnis der Erstuntersuchung
und bestehendem klinischen Verdacht.
Lagerung und Transport:
≤ 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
PCR: 1 Tag
Antikörpernachweis: 2 Tage; die Untersuchungen werden nicht täglich durchgeführt.
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1.4.11
Brucella spp.
Brucellen gehören zu den Mikroorganismen der Risikogruppe 3. Wegen der Gefahr der
Laborinfektion sollten alle Antragsformulare den Vermerk “cave Brucellose“ haben. Für die
Untersuchung
auf
Brucellen
muss
bei
klinischem
Verdacht
eine
gezielte
Untersuchungsanforderung erfolgen, da die Nährmedien länger als gewöhnlich bebrütet
werden müssen.
Klinik:
Infektionen mit Brucellen treten nach Exposition zu Rindern (Brucella abortus, Morbus
Bang), Schweinen (B. suis), Ziegen (B. melitensis, Maltafieber) oder nach Verzehr von
unpasteurisierten Milchprodukten auf. Veterinäre oder Tierpfleger sind häufiger betroffen.
Menschen aus Mittelmeerländern (Endemiegebiete) erkranken ebenfalls häufiger an einer
Brucellose („importierte Erkrankungen“, Reiseanamnese!).
Untersuchungsmethode:
-
Kultur und Resistenzbestimmung (externe Untersuchung am Robert-Koch-Institut, Berlin)
-
DNA-Nachweis mittels PCR (externe Untersuchung am Robert-Koch-Institut, Nordufer
20, 13353 Berlin, Tel.: 01888-754-0)
-
Antikörpernachweis
Untersuchungsmaterial:
Blutkulturen, Abszessmaterial, Knochenmark, Punktate, Liquor; wenig geeignet ist Urin.
Bei
Brucelloseverdacht
sind
zusätzliche
serologische
Untersuchungen
dringend
erforderlich. 85% der Brucellosen werden nur serologisch diagnostiziert.
Probengefäße:
Blutkulturflaschen für flüssige Untersuchungsmaterialien, Biopsate in wenig Kochsalzlösung.
Lagerung und Transport:
Blutkulturflaschen bis zu 24 h bei RT, Abszessmaterial ≤ 1 h bei RT, dann einfrieren bei
minus 70°C oder Verimpfen in Blutkulturflaschen.
Dauer der Untersuchung:
Ein negativer Befund wird nach 3 Wochen erstellt.
Meldepflicht bei Erkrankung und Tod!
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1.4.12
Candida spp.
Bei der Untersuchung von Pilzen sind klinische Angaben unverzichtbar, denn nur unter
Berücksichtigung des Immunstatus des Patienten und der klinischen Symptome kann eine
Wertung des Befundes erfolgen.
Klinik:
Man unterscheidet oberflächliche Candidosen der Haut (Windelsoor, Vaginalsoor), invasive
Candidosen der Schleimhäute (Ösophagus), Fungämien sowie Organmykosen mit
Organabsiedelungen, z. B. im ZNS, in der Leber usw. bei Immunsuppression.
Untersuchungsmethoden:
-
Mikroskopie
-
Kultur
-
Resistenzbestimmung (routinemäßig bei Isolation aus sterilen Kompartimenten, andre
Isolate nur nach telefonischer Anforderung (Tel.: 201-46910)
-
Antigen-Nachweis (Sensitivität ca. 76%, Spezifität ca. 79%)
Aufgrund der kurzen Halbwertszeit der Candida-Antigene im Serum sind engmaschige
Antigenbestimmungen notwendig.
-
DNA-Nachweis mittels PCR (Sensitivität ca. 80%, Spezifität ca. 79%)
-
Antikörpernachweis
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Schraubverschluss, Sputumröhrchen, UniversalAbstrichröhrchen mit blauer Kappe, Urinröhrchen, Stuhlröhrchen.
Untersuchungsmaterial:
-
bei V. a. Fungämie oder Sepsis: Blutkulturen, Urin
-
bei Vaginalmykosen: Vaginalabstriche
-
V. a. Infektionen des Harntraktes: Urin
-
Gastrointestinale Infektion: intraoperative Abstriche, Drainagen, Redon-Drainagen
-
V. a. Infektionen der Atemwege: BAL, Bronchialsekret, kein Sputum!
-
Meningitis: Blutkulturen, Liquor
Um bei immunsupprimierten Patienten das Ausmaß einer Candida-Besiedlung für eine
Infektion abschätzen zu können, sollten stets Untersuchungen mehrerer Materialien (Blut,
Urin) sowie ein Antigen-Test oder ein histologischer Nachweis angestrebt werden.
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Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei Raumtemperatur, ist das nicht möglich bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
-
Kultur: 2 Tage
-
Resistenzbestimmung: 2 Tage (bei Nachweis in sterilen Kompartimenten erfolgt
automatisch
eine
Resistenzbestimmung,
bei
Nachweis
aus
nicht-sterilen
Kompartimenten muss die Resistenzbestimmung gesondert angefordert werden).
-
Antigennachweis: ≤ 4 h.
Interpretation:
Jeder positive Candida-Nachweis im Blut, Liquor, Blasenpunktionsurin, BAL oder sterilen
Kompartimenten muss als pathologisch angesehen werden und bedarf der diagnostischen
Abklärung. Negative Kulturbefunde schließen eine Candida-Infektion nicht aus.
Der Nachweis von Candida-Antigen im Serum ist als Hinweis auf eine invasive CandidaInfektion zu werten, jedoch nicht als Beweis. Negative Candida-Antigenbefunde schließen
eine Mykose nicht aus. Antigenteste eigenen sich zur Therapiekontrolle von Candidosen
(Absinken des Antigentiters bei Therapieerfolg).
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1.4.13
Capnocytophaga canimorsus
Klinik:
Der Erreger kann durch Hundebisse übertragen werden und führt vor allem bei
immunsupprimierten Patienten, bei Patienten mit Hepatopathien oder bei splenektomierten
Patienten zu schweren septischen Verläufen mit Endokarditis, Meningitis mit einer hohen
Letalität von 25%.
Untersuchungsmaterial:
Wundabstriche, Wundsekrete, Blutkulturen.
Untersuchungsmethode:
Kulturelle Anzucht und Resistenzbestimmung der Isolate; Bestätigung mittels 16 S rRNASequenzanalyse.
Probengefäße:
Universal-Abstrichröhrchen mit blauer Kappe, Universal-Probenröhrchen mit blauem
Verschluss, bei V. a. Bakteriämie Blutkulturflaschen.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, eine längere Lagerung ist nicht möglich; bei längerem Transport Einimpfen des
Materials in Blutkulturflaschen, dann Lagerung bis zu 24 h bei RT.
Dauer der Untersuchung:
Die Dauer der Untersuchung beträgt ca. 5 Tage. Ein negativer Befund wird nach 48 h
erstellt.
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1.4.14
Chlamydophila pneumoniae
Klinik:
Infektionen der oberen (Sinusitis, Pharyngitis, Otitis media) und unteren Atemwege
(Bronchitis, Pneumonie).
Untersuchungsmethode:
-
DNA-Nachweis mittels (Spezifität 100%)
-
Antikörpernachweis mittels ELISA
Der kulturelle Nachweis von C. pneumoniae ist zeitaufwendig und wenig sensitiv und wird im
IHM nicht durchgeführt.
Untersuchungsmaterial:
-
Trachealsekret, BAL, bei Kindern in Ausnahmefällen tiefe Rachenabstriche,
besser oropharyngeale Absaugungen, Sputum ist weniger gut geeignet.
Die Materialien sollten zellreich sein, da Chlamydien nur intrazellulär wachsen.
-
Serum für den Nachweis von Antikörpern.
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Schraubverschluss, Universal-Abstrichtupfer mit
blauer Kappe.
Probenentnahme:
siehe Infektionen des Respirationstraktes.
Lagerung und Transport:
bis 24 h bei 4°C .
Dauer der Untersuchung
1 Tag; die Untersuchungen werden aber nicht täglich durchgeführt.
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1.4.15
Chlamydophila psittaci
Klinik:
Infektionen der unteren Atemwege (Pneumonie mit Schüttelfrost, hohem Fieber, Kopf- und
Muskelschmerzen und Exanthem).
Untersuchungsmethode:
-
DNA-Nachweis mittels PCR (externe Untersuchung)
-
Antikörpernachweis (externe Untersuchung)
Die PCR und weiterführende Serologie wird im Nationalen Referenzzentrum für Chlamydien,
Universität Jena, durchgeführt (Institut für Medizinische Mikrobiologie der Universität Jena,
Semmelweißstraße 4, 07740 Jena; Tel.: 03641-933472).
Untersuchungsmaterial:
-
Trachealsekret, BAL, bei Kindern in Ausnahmefällen tiefe Rachenabstriche,
besser oropharyngeale Absaugungen, Sputum.
Die Materialien sollten zellreich sein, da Chlamydien nur intrazellulär wachsen.
-
Serum für den Nachweis von Antikörpern.
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Schraubverschluss, Universal-Abstrichtupfer mit
blauer Kappe.
Probenentnahme:
siehe Infektionen des Respirationstraktes.
Lagerung und Transport:
≤ 24 h bei 4°C, bei längerer Lagerung Material einfrieren bei minus 70°C.
Dauer der Untersuchung:
PCR: 1 Tag; da die Untersuchungen in Jena durchgeführt werden, kann die Diagnostik bis
zu 1 Woche dauern.
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1.4.16
Chlamydia trachomatis
Klinik:
C. trachomatis verursacht Infektionen der Konjunktiva, des Urogenitaltraktes (Urethritis,
Zervizitis, Salpingitis, Adnexitis, Epididymitis, Prostatitis) und der Atemwege (Pharyngitis,
Otitis media, Bronchitis, Pneumonie bei Neu- und Frühgeborenen). In seltenen Fällen kommt
es zu Myokarditis, Endokarditis, Peritonitis und Arthritis.
Untersuchungsmethode:
-
Mikroskopischer Nachweis durch Immunfluoreszenz
-
DNA-Nachweis mittels PCR
-
Antikörpernachweis (ELISA)
Da der kulturelle Erregernachweis aufwendig und wenig sensitiv ist, erfolgt die Diagnostik am
IHM mittels Immunfluoreszenz oder mittels der Ligase-Kettenreaktion (LCX).
Untersuchungsmaterial:
Atemwege:
Die Materialien sollten zellreich sein, da Chlamydien nur intrazellulär wachsen.
Trachealsekret, BAL, bei Kindern in Ausnahmefällen tiefe Rachenabstriche, besser
oropharyngeale Absaugungen, Sputum ist ungeeignet.
Urogenitaltrakt:
Urethralabstriche, Erststrahlurin für die PCR, Serum zum Antikörpernachweis
Konjunktivitis:
Konjunktivalabstriche.
Probengefäße:
Universalabstrichtupfer
mit
oranger
Kappe,
Universal-Probenröhrchen
mit
blauem
Verschluss, Objektträger mit markierten Testfeldern für die Immunfluoreszenz (Tel.: 20146918).
Materialentnahme:
Urethralabstrich:
Der Abstrichtupfer wird 2-3 cm tief in die Harnröhre eingeführt. Drehbewegungen bei der
Entnahme sollen erreichen, dass möglichst viele mit Chlamydien infizierte Epithelzellen am
Tupfer haften. Die Patienten sollten mindestens 1 h vor der Probenentnahme nicht mehr
uriniert haben.
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Konjunktivalabstrich:
Die Abstriche werden durch Auswischen des unteren Konjunktivalsacks mit sterilen
Dacrontupfern, die vorher mit einem flüssigen Transportmedium befeuchtet worden sind,
gewonnen. Auch wenn nur ein Auge entzündet ist, sollten stets beide Augen abgestrichen
werden (ein Abstrich dient zur Kontrolle).
Rachenabstrich, Trachealsekret:
siehe Infektionen des Respirationstraktes
Objektträger für die Immunfluoreszenz:
Tupfer kräftig auf dem Testfeld des Objektträgers ausrollen, so dass die Testfläche bedeckt
ist, dann Material kurz trocknen lassen, mit Methanol 5 min lang fixieren und lufttrocknen.
Lagerung und Transport:
-
Material für die PCR: ≤ 2 h bei RT oder bis zu 24 h bei 4°C
-
Objektträger für die Immunfluoreszenz: ≤ 1 h bei RT in bruchsicheren Gefäßen
(Transportküvette) oder Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
PCR: 1 Tag, Immunfluoreszenz: 4 h.
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1.4.17
Clostridium spp.
Clostridium botulinum, Clostridium difficile, Clostridium perfringens, Clostridium tetani
Klinik:
C. botulinum: Botulismus als Lebensmittelintoxikation, Wundbotulismus
C. difficile: Antibiotika-assoziierte Diarrhoe, pseudomembranöse Kolitis, wässrige Diarrhoe,
toxisches Megacolon, Darmperforation, Sepsis
C. perfringens: Gasbrand, Myositis.
Untersuchungsmethode:
-
C. botulinum:
Toxinnachweis mittels Tierversuch aus Serum, Lebensmitteln
-
C. difficile:
Nachweis von C. difficile-Toxin A und B mittels ELISA
Kultur (größere Sensitivität als der Toxinnachweis)
Aufgrund der höheren Sensitivität der Kultur, werden von allen Toxin-negativen Stühlen
Kulturen angelegt
Resistenzbestimmung nach Rücksprache mit dem Labor (MHK-Bestimmung)
-
C. perfringens:
Mikroskopie: Gramfärbung
Kultur mit Resistenzbestimmung (MHK-Bestimmung)
-
C. tetani:
Toxinnachweis mittels Tierversuch aus Serum bzw. aus Wundsekreten.
Untersuchungsmaterial:
-
C. botulinum:
Serum,
Lebensmittelrückstände,
Speisereste,
Mageninhalt,
Wundsekrete
bei
Wundbotulismus
-
C. difficile:
Stuhl (nur Einsendung von flüssigem Stuhl ist sinnvoll), Blutkulturen bei V. a.
systemische Infektion
-
C. perfringens:
Wundabstriche, Wundsekrete, intraoperative Gewebeproben, Abszessmaterial, Punktate
-
C. tetani:
Serum, Wundsekrete.
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Probengefäße:
Blutkulturflaschen, Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss, Universalabstrichtupfer mit blauer Kappe.
Lagerung und Transport:
-
C. botulinum:
Serum: ≤1 h bei RT oder bis zu 24 h bei 4°C
Wundsekrete: ≤1 h bei RT oder bis zu 24 h bei 4°C
-
C. difficile: Stuhl: ≤ 2 h bei RT oder bis zu 24 h bei 4°C
-
C. perfringens: ≤1 h bei RT, ist das nicht möglich, bis zu 24 h im Transportmedium (z. B.
Port-A-Cul-Röhrchen) bei RT
-
C. tetani:
Serum: ≤1 h bei RT oder bis zu 24 h bei 4°C
Wundsekrete: ≤1 h bei RT oder bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
-
C. botulinum:
Tierversuch: 1 - 5 Tage. Ein negativer Befund wird nach 5 Tagen erstellt.
-
C. difficile:
Toxinnachweis: 1 Tag, Kultur: 2-3 Tage.
Ein negativer Befund wird nach 3 Tagen erstellt.
-
C. perfringens:
Mikroskopie: 2 h, Kultur: 2-5 Tage. Ein negativer Befund wird nach 5 Tagen erstellt.
-
C. tetani:
Tierversuch:1 - 5 Tage. Ein negativer Befund wird nach 5 Tagen erstellt.
Erkrankung, Tod und Krankheitsverdacht sind meldepflichtig (Tetanus, Botulismus)!
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1.4.18
Corynebacterium diphtheriae - Diphtherie
Ein Verdacht auf Diphtherie sollte immer im Labor angemeldet werden, ferner sollte der
Dienstarzt verständigt werden, um eine optimale Materialanlage auf neu herzustellenden
Nährmedien zu garantieren.
Klinik:
Diphtherie der Atemwege und in seltenen Fällen Hautdiphtherie durch toxinbildende
Stämme.
Die Hautmanifestation der Diphtherie kann sich auf 3 verschiedene Arten äußern:
-
durch Infektion der intakten Haut (aus einer pustulösen Läsion geht ein Ulkus hervor;
der Ulkusboden ist mit einer grau-weißen Membran bedeckt)
-
durch Wundinfektionen, deren Wundfläche mit einer Membran bedeckt ist
-
durch Superinfektion ekzematöser Haut
Endokarditis, Osteomyelitis, septische Arthritis durch nicht-toxigene Stämme.
Untersuchungsmethode:
-
Kultur und Resistenzbestimmung der Isolate
-
Nachweis des Toxingens mittels PCR aus Kulturen (externe Untersuchung am
Konsiliarlabor für Diphtherie; Max von Pettenkofer-Institut, Pettenkoferstraße 9a, 80336
München, Tel.: 089-5160-5200)
-
Antikörpernachweis (Impfstatus)
Untersuchungsmaterial:
Zum Nachweis von Corynebacterium diphtheriae sollten immer mehrere Abstriche vor
Gabe der Antibiotika oder des Antitoxins aus Rachen, Nase oder Tonsillen sowie von der
Haut abgenommen werden.
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe, Pseudomembranen mit wenig physiologischer
NaCl-Lösung in Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Materialentnahme:
Rachen- und Tonsillenabstriche sollten am besten unter den Pseudomembranen
entnommen werden (diese mit einer sterilen Pinzette hochhalten). Außerdem sollte ein Stück
der Pseudomembran in einem sterilen Gefäß eingesandt werden.
Sinnvoll ist die Entnahme von Serum zur Bestimmung des Impfstatus des Patienten.
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Lagerung und Transport:
umgehend bei Raumtemperatur, ist dies nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei RT.
Dauer der Untersuchung:
Der Nachweis von Corynebacterium diphtheriae erfolgt kulturell. Nach Isolation der Keime
muss der Nachweis des Toxingens mittels PCR am Konsiliarlabor (Max von PettenkoferInstitut in München) erbracht werden. Dadurch verlängert sich die Dauer der Untersuchung
auf ca. 5-6 Tage.
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1.4.19
Coxiella burnetii
Q-Fieber tritt nach Exposition zu symptomlos erkrankten Haustieren (Schafe, Rinder oder
Ziegen) auf. Die Erreger werden in großen Mengen mit dem Kot, Urin oder der Milch
ausgeschieden und bleiben monatelang infektiös. Die Infektion erfolgt durch Einatmen des
erregerhaltigen Staubs. Die Diagnosestellung erfolgt serologisch, nicht bakteriologisch!
Klinik:
Die Mehrzahl der Erkrankungen verläuft als milde, selbstlimitierende fieberhafte Erkrankung
mit Kopfschmerzen. In schweren Fällen treten Pneumonie, Endokarditis, Hepatitis, seltener
Myo- oder Perikarditis sowie Meningitis oder Enzephalitis auf. Die chronische Infektion
manifestiert sich als Endokarditis oder Osteomyelitis.
Untersuchungsmethoden:
-
Antikörpernachweis
-
die kulturelle Anzüchtung und PCR erfolgen in Speziallaboratorien
Untersuchungsmaterial:
Serum
Dauer der Untersuchung:
1 Tag.
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1.4.20
Cryptococcus neoformans
Klinik:
Kryptokokkose,
opportunistische
Infektion
bei
immunsupprimierten
Patienten,
Meningoenzephalitis, Meningitis, selten Befall der Gelenke, Knochen, und der Augen
(Chorioretinitis), selten Endokarditis, Abszesse.
Untersuchungsmethoden:
Mikroskopie (Tuschepräparat, Gramfärbung)
Kultur
Antigennachweis (Sensitivität 90% - 99%).
Untersuchungsmaterial:
Antigennachweis: Liquor, Serum, BAL
Kultur: Liquor ( 3 - 5 ml), Urin, BAL, Abszessmaterial, Exsudate, Blutkulturen.
Probengefäße
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Lagerung und Transport
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
Antigennachweis: 2 h
Kultur: 2 Tage. Ein Endbefund wird nach 8 Tagen erstellt.
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1.4.21
Cryptosporidium spp.
Kryptosporidien sind wichtige Infektionserreger des Intestinaltraktes bei immunkompetenten
und immunsupprimierten Patienten, insbesondere bei AIDS-Patienten.
Klinik:
Wässrige, mit großen Flüssigkeitsverlusten einhergehende Durchfälle.
Untersuchungsmethode:
Mikroskopie mittels KINYOUN-Färbung (modifizierte Ziehl-Neelsen-Färbung).
Untersuchungsmaterial:
Stuhl
Da die Ausscheidung der Zysten unregelmäßig erfolgt, sollten mindestens 3 Stuhlproben
untersucht werden, bevor eine Kryptosporidiose ausgeschlossen wird.
Probengefäße:
Stuhlröhrchen
Lagerung und Transport:
≤ 1 h bei RT, eine längere Lagerung ist nicht möglich!
Dauer der Untersuchung:
2 h.
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1.4.22
Dermatophyten
Klinik:
Mykosen der Kopfhaut, Nagel- und Hautmykosen.
Untersuchungsmethoden:
Mikroskopie, Kultur.
Untersuchungsmaterial:
Haare, Nagelspäne, Hornhautgeschabsel, Hautschuppen, Wundabstriche, Sekrete.
Probengefäße:
-
Universal-Probengefäß mit blauem Schraubverschluss.
Materialentnahme:
-
verdächtige Hautstellen mit Alkohol vorsichtig desinfizieren
-
danach Hornhautgeschabsel, Nagelspäne oder Hautschuppen vom entzündlichen
Randwall abkratzen
-
in ein trockenes Gefäß überführen, ggf. Zusatz von wenig NaCl.
Lagerung und Transport:
Bis zu 24 h bei Raumtemperatur.
Dauer der Untersuchung
Kultur: 1 - 3 Wochen. Ein negativer Befund wird nach 4 Wochen erstellt.
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1.4.23
Echinococcus multilocularis
1.4.24
Echinococcus granulosus
Die mikrobiologische Diagnose einer Echinokokkose erfolgt primär serologisch!
Klinik:
Zystisch-verdrängende Raumforderungen bei zystischer Echinokokkose durch E. granulosus
und infiltrativ-destruierende/metastasierende Läsionen bei alveolärer Echinokokkose durch
E. multilocularis.
Untersuchungsmethode:
Mikroskopischer Direktnachweis von Echinokokkenbestandteilen (Protoskolezes, Häkchen,
Kalziumkörperchen, parasitäre Vesikelchen/Membranen) sowie Antikörpernachweis
Untersuchungsmaterial:
Von der Punktion einer Zyste mit dem V. a. eine alveoläre Echinokokkose ist wegen der Gefahr
der Metastasierung Abstand zu nehmen! Bei der Punktion einer Zyste mit V. a. zystische
Echinokokkose ist die Gefahr einer anaphylaktischen Reaktion zu bedenken!
Punktate von Zysten, Sputum bei V. a. Echinococcus granulosus-Infektion; operativ
gewonnenes Material/Gewebe/histologische Schnittpräparate beider angegebenen
Echinokokkus-Arten
Serum zum Nachweis von Antikörpern.
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss, histologische Schnitte bzw.
Serumröhrchen.
Lagerung und Transport:
Bis zu 24 h bei RT oder bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
Mikroskopischer Direktnachweis: 2 h
Serologie: 1 Tag.
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1.4.25
Erysipelothrix - Erysipeloid (Schweinerotlauf)
Erysipelothrix rhusiopathiae kommt bei Schweinen, Geflügel, Salzwasserfischen und
Schalentieren vor, die Übertragung erfolgt durch Hautverletzungen. Systemische Infektionen
wie Sepsis und Endokarditis sind möglich.
Klinik:
Nach einer Verletzung mit kontaminiertem Material zeigt sich an der Eintrittspforte zunächst
ein schmerzhaftes, hellrotes Infiltrat, das sich langsam ausbreitet.
Untersuchungsmethode:
Kultur mit Resistenzbestimmung der Isolate.
Untersuchungsmaterial:
Wundabstriche, Wundsekrete, Blutkulturen bei Sepsis.
Untersuchungsgefäße:
Universal-Abstrichröhrchen mit blauer Kappe, Blutkulturflaschen.
Lagerung und Transport:
Wundsekrete: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, bis zu 24 h bei 4°C.
Wundabstriche in Transportmedium: ≤ 24 h bei RT
Blutkulturen: bis zu 24 h bei RT.
Dauer der Untersuchung:
Anzüchtung: 2 Tage; Resistenzbestimmung: 2 Tage.
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1.4.26
Francisella tularensis - Tularämie
Der Erreger der Tularämie, Francisella tularensis, ist ein Keim der Risikogruppe 3.
Klinik:
Francisella wird in seltenen Fällen durch Bisse von Nagetieren auf den Menschen
übertragen. An der Bissstelle entwickelt sich eine papulöse Primärläsion, der nach 2 - 4
Tagen eine regionale Lymphknotenschwellung folgt. Im Vordergrund der Erkrankung stehen
hohes Fieber mit Schüttelfrost, Kopf- und Gliederschmerzen. Bei Verdacht auf eine
Tularämie ist die serologische Diagnose dringend erforderlich. Wegen der Gefahr einer
Laborinfektion bei Verdacht auf Tularämie unbedingt das Labor benachrichtigen (Tel.: 20146918).
Untersuchungsmethode:
-
Kultur und Resistenzbestimmung; Identifizierung mittels 16 S rRNA Sequenzanalyse
-
Antikörpernachweis (siehe Leistungsverzeichnis Serologie).
Untersuchungsmaterial:
Eiter, Lymphknotenpunktate, Gewebebiopsien, Sputum, respiratorische Sekrete, Liquor, Blut,
Wundabstriche.
Untersuchungsgefäße:
Universal-Probengefäße mit blauem Verschluss.
Lagerung und Transport:
Bis zu 24 h bei RT.
Dauer der Untersuchung:
Kultur mit Identifizierung: ca. 1 Woche.
Meldepflicht!
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1.4.27
Giardia duodenalis - Giardiasis
Klinik:
Akute oder chronische Diarrhoe (Lamblienruhr) mit wässrigen, nicht blutenden Durchfällen,
z. T. mit Bauchkrämpfen, Erbrechen und nur selten Fieber. Ein symptomloser Trägerstatus
mit Ausscheidung von Zysten ist möglich.
Untersuchungsmethode:
Mikroskopie (Nachweis von Zysten und Trophozoiten).
Untersuchungsmaterial:
-
Stuhl, Duodenalsekret, ggf. Dünndarmbiopsie
-
Optimum: Stuhlproben an 3 aufeinanderfolgenden Tagen
-
bei negativem Befund Duodenalaspirat ggf. Biopsie.
Probengefäße:
Stuhlröhrchen, Universal-Probenröhrchen (Aspirat) mit blauem Verschluss.
Lagerung und Transport:
≤ 1 h bei RT, eine längere Lagerung ist nicht möglich.
Dauer der Untersuchung:
Mikroskopie: 1 - 2 Stunden.
Meldepflicht!
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1.4.28
Erreger der HACEK-Gruppe
Dazu gehören: Haemophilus influenzae, Haemophilus parainfluenzae, Haemophilus
aphrophilus,
Haemophilus
paraaphrophilus,
Aggregatibacter
actinomycetemcomitans,
Cardiobacterium hominis, Eikenella corrodens, Kingella kingae, Kingella denitrificans.
Klinik:
Endokarditis, Osteomyelitis, Arthritis, Meningitis, Peritonitis, Abszesse, Wundinfektionen.
Die Erreger der HACEK-Gruppe gehören zur Normalflora der Mundhöhle und des oberen
Respirationstrakts. Sie verursachen opportunistische oder invasive Infektionen, wenn sie
durch kleine Wunden im Mundbereich in die Blutbahn eingeschwemmt werden, z. B.
Endokarditis.
Untersuchungsmethode:
-
Kultur mit Resistenzbestimmung der Isolate; Identifizierung ggf. mittels 16S rRNA
Sequenzanalyse
-
Universelle PCR aus sterilen Kompartimenten, z. B. Herzklappen.
Untersuchungsmaterial:
Blutkulturen,
Herzklappen,
intraoperativ
gewonnenes
Gewebe,
Punktate,
Liquor,
Wundabstriche, Sekrete, Abszessmaterial, Biopsien.
Probengefäße:
Universal-Abstrichröhrchen mit blauer Kappe, Universal- Probenröhrchen mit blauem
Verschluss, Weithalsgefäße mit BHI-Bouillon (Anforderung unter Tel. : 201-46918) für
Herzklappen oder Gewebe.
Lagerung und Transport:
Flüssige Materialien: ≤2 h bei RT, bei längerer Lagerung Verimpfen in Blutkulturflaschen
Abstriche: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, bis zu 24 h in Transportmedium bei RT
Herzklappen usw.: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, bis zu 24 h in BHI-Bouillon bei 37°C.
Dauer der Untersuchung:
Kultur: 2 - 5 Tage, PCR mit Sequenzierung 2 Tage.
Seite 177 von 281
1.4.29
Legionella spp. - Legionellose
Etwa 90% der Legionellosen werden durch einen der 15 Serotypen von L. pneumophila
hervorgerufen, wobei anteilsmäßig die Serotypen 1 (70-80%), 4 und 6 überwiegen. Weitere
wichtige humanpathogene Spezies sind: L. micdadei, L. bozmanii, L. dumoffii und L.
longbeachae.
Klinik:
„Atypische“
ambulant
erworbene
oder
nosokomiale
Pneumonie
(schwerer
Verlauf
Legionärskrankheit, leichter Verlauf Pontiac Fieber), extrapulmonale Organbeteiligung ist
möglich (Sinusitis, Phlegmone, Pankreatitis, Peritonitis, Pyelonephritis, Enzephalitis, Endound Myokarditis).
Untersuchungsmethoden:
-
Kultur (geringe Sensitivität, Spezifität 100%) in Ausnahmefällen nach Rücksprache mit
dem Labor!
-
Direkter mikroskopischer Nachweis mittels Immunfluoreszenz (Sensitivität 35% - 70%,
Spezifität 96% - 99%)
-
DNA-Nachweis mittels PCR (Sensitivität ca. 80%, Spezifität 100%)
-
Antigennachweis aus Urin, geeignet zu Beginn der Erkrankung (1 - 10 Tage, dann
unsicher) in Einzelfällen unter Therapie und noch nach Wochen der Erkrankung positiv,
bei der ambulant erworbenen Pneumonie Sensitivität 70%-80 %, Spezifität 99 %, 2malige Wiederholung erhöht die Sensitivität auf 95%; bei der nosokomialen Pneumonie
nimmt die Sensitivität in Abhängigkeit von der die Erkrankung verursachenden
Serovarianten ab.
-
Antikörpernachweis für epidemiologische Untersuchungen. Die Serologie ist zur
Akutdiagnostik ungeeignet und sollte nur bei epidemiologischen Fragestellungen
herangezogen werden.
Untersuchungsmaterial:
Sputum, Trachealsekret, BAL, Pleurapunktate und Biopsate, Urin für den Antigennachweis.
Probengefäße:
Sputumröhrchen, Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss, Urinröhrchen.
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Lagerung und Transport:
≤2 h bei RT, ist das nicht möglich, bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
Kultur: 3 - 4 Tage, Immunfluoreszenz: 3 h, PCR: 1 Tag, Antigennachweis: 4 h.
1.4.29.1.1
Meldepflicht!
.
Seite 179 von 281
1.4.30
Leishmanien - Leishmaniose
Leishmaniosen sind Zoonosen; die Infektion erfolgt über Mücken (Phlebotomen). Die
Erkrankung kommt hauptsächlich in tropischen bzw. subtropischen Zonen vor. Fälle aus
Mittelmeerländern sind beschrieben.
Klinik:
-
Viszerale Leishmaniose (Kala Azar):
Leishmania donovani mit Fieber ohne Periodizität, Hepatosplenomegalie, generalisierter
Lymphadenopathie, im späteren Verlauf Hautveränderungen, Anämie.
-
Kutane Leishmaniose:
Leishmania tropica, Leishmania infantum u. a. mit Schwellung, Rötung, Papel und Ulcus
der betroffenen Areale.
-
Mukokutane Leishmaniose:
Leishmania brasiliensis u. a. in Südamerika.
Untersuchungsmethode:
Mikroskopie (Giemsafärbung), Antikörpernachweis (siehe Leistungskatalog Serologie)
Untersuchungsmaterial:
Knochenmark, Organbiopsate, Punktate, Lymphknotengewebe.
Probengefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, eine längere Lagerung ist nicht möglich.
Dauer der Untersuchung:
1 Tag.
Seite 180 von 281
1.4.31
Leptospira spp. - Leptospirose
Infektionen mit Leptospiren (L. interrogans) treten nach Hautkontakt mit Wasser auf, das mit
dem Urin infizierter Tiere kontaminiert ist. Man findet Leptospirosen z. B. bei Patienten nach
Sturz in Tümpel oder Bäche oder nach Auslandsaufenthalten bei Kontakt mit Wasser, z. B. in
Sumpfgebieten Asiens oder Südamerikas.
Klinik:
Leptospiren
verursachen
3
Formen
der
Leptospirose:
asymptomatische
Infektion,
anikterische Leptospirose und ikterische Leptospirose (Morbus Weil).
Untersuchungsmethoden:
-
Kultur (externe Untersuchung)
-
Antikörpernachweis (positiv ab dem 6. bis 10. Krankheitstag), externe Untersuchung
Untersuchungsmaterial:
-
Blut innerhalb der ersten 10 Tage der Erkrankung
-
Liquor innerhalb der ersten 10 Tage der Erkrankung
-
Urin ab der zweiten Krankheitswoche
-
Serum für die Serologie ab der 2. Krankheitswoche
Bei der Entnahme von Urin muss darauf geachtet werden, dass der Urin frisch ist.
Probengefäße:
Spezialgefäße vom Labor anfordern (Tel.: 201-46918)
Da Leptospiren nur in Spezialnährmedien wachsen, muss bei klinischem Verdacht das Labor
verständigt und die Untersuchungsmaterialien in die entsprechenden Nährmedien eingeimpft
werden (Tel.: 201-46918). Die Beimpfung der Nährmedien erfolgt entsprechend der
Vorschriften des Referenzlabors. Alle Untersuchungen zum Nachweis von Leptospiren
werden
im
Bayerischen
Landesamt
für
Gesundheit
und
Lebensmittelsicherheit,
Veterinärstraße 2, 85764 Oberschleißheim, (Tel.: 089-31560-322) durchgeführt.
Dauer der Untersuchung:
Die Dauer der Untersuchung beträgt ca. 1 Woche.
Meldepflicht!
Seite 181 von 281
1.4.32
Listeria spp. - Listeriose
Listerien kommen in der Umwelt vor und lassen sich im Stuhl von ca. 3 % aller Menschen
nachweisen.
Klinik:
Listerien verursachen in der Schwangerschaft eine Chorioamnionitis. Von dieser ausgehend
kann es zu einer Infektion des Fötus kommen mit Abort, Totgeburt oder Infektion des Kindes.
Bei Neugeborenen können Listerien Pneumonien und Sepsis (Frühmanifestation) bzw.
Meningitis und Enzephalitis (Spätmanifestation) verursachen. Bei immunsupprimierten und
alten Patienten können die Erreger zu Sepsis und Meningitis führen.
Untersuchungsmethoden:
-
Kultur mit Resistenzbestimmung der Isolate
-
DNA-Nachweis mittels PCR (externe Untersuchung am Institut für Medizinische
Mikrobiologie der Universität Mannheim, Theodor-Kutzer-Ufer 1-3, 68167 Mannheim,
Tel.: 0621-3832224).
Die Untersuchung spezifischer Antikörper hat keine Aussagekraft. Sie wird nicht empfohlen
und daher am IHM nicht durchgeführt.
Untersuchungsmaterial:
-
Abstriche von Zervix, Plazenta, Vagina und Rektum
-
Amnionflüssigkeit
-
Mekonium, Stuhl
-
Blut und Liquor
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe, Blutkulturflaschen, Liquorröhrchen, UniversalProbenröhrchen mit blauem Verschluss.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
Kultur 2 Tage, Resistenzbestimmung 1 Tag, PCR, da externe Untersuchung bis 1 Woche.
Meldepflicht!
Seite 182 von 281
1.4.33
MRSA – Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus
MRSA sind S. aureus-Stämme, die durch Expression des mecA-Gens eine Resistenz
gegenüber Methicillin aufweisen. Sie sind resistent gegenüber allen Betalaktamantibiotika.
Klinik:
Wundinfektionen, eitrige Abszesse, Hautinfektionen, Sepsis, Endokarditis, Osteomyelitis,
Arthritis, häufig als Kolonisationskeim auf Haut und Schleimhaut.
Untersuchungsmethode:
-
Mikroskopie (Gramfärbung)
-
Kultur und Resistenzbestimmung der Isolate
-
bei unklarem Ergebnis mecA-Gen mittels PCR (Referenzmethode) aus Kulturen
-
Direkter PCR-Nachweis von MRSA in Nasen- und Wundabstrichen (Screening).
Untersuchungsmaterial:
-
V. a. Infektion:
Abstriche aller Art, Sekrete, Blutkulturen, Punktate, Liquor usw.
-
Screening - Kultur:
Nasenabstrich
(einen
Abstrichtupfer
für
beide
Nasenlöcher
verwenden),
Rachenabstrich, Leistenabstrich, Axillaabstrich.
-
Screening - PCR:
Nasenabstrich (einen Abstrichtupfer für beide Nasenlöcher verwenden), Wundabstrich.
Probengefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
Kultur: 2 Tage, Resistenzbestimmung 1 Tag, PCR 3 h.
Der direkte PCR-Nachweis auf MRSA wird von Montag bis Freitag täglich im IHM
durchgeführt; Annahmeschluss 15.15 h. Ein positives oder negatives Ergebnis wird am Tag
des Probeneingangs erstellt. Positive Proben werden kulturell überprüft.
Seite 183 von 281
1.4.34
Mycoplasma hominis
Klinik:
Mycoplasma hominis gilt als seltener Erreger der Pyelonephritis, des postpartalen Fiebers
sowie der Sepsis und Meningitis (Hydrocephalus) bei Neu- und Frühgeborenen.
Untersuchungsmethoden:
-
Kultur
Die Resistenzbestimmung der angezüchteten Keime erfolgt nur in Ausnahmefällen und
nach telefonischer Rücksprache.
-
DNA-Nachweis mittels PCR (externe Untersuchung am Max von Pettenkofer-Institut,
Pettenkoferstraße 9a, 80336 München; Tel.: 089-5160-4200).
Untersuchungsmaterial:
-
Urin zur Diagnose der Pyelonephritis (Nativurin nur bei schnellem Transport)
-
Blut zur Diagnose des postpartalen Fiebers
-
Liquor bei Hydrocephalus von Neugeborenen und Frühgeborenen
-
Wundabstriche oder Wundsekrete.
Probengefäße:
Urinröhrchen,
Universal-Abstrichröhrchen
mit
blauem
Verschluss,
Spezialmedium
(Mykoplasmen-Medium) zum Nachweis von urogenitalen Mykoplasmen (Anforderung Tel.:
201- 46918).
Die normalen Blutkultursysteme sind zur Anzucht von Mykoplasmen nicht geeignet. Für die
Untersuchung von Blut müssen 2 ml Heparinblut (1 mg/10 ml) in 9 - 18 ml MykoplasmenBouillon eingesandt werden.
Lagerung und Transport:
-
Nativurin und Abstriche ohne Transportmedium: ≤ 2 h bei RT, eine längere Lagerung ist
nicht möglich.
-
Abstriche in Transportmedium: bis zu 24 h bei 4°C, darüber hinaus bei minus 70°C
-
Blut in Mykoplasmen-Bouillon: ≤ 2 h bei RT.
Dauer der Untersuchung:
Kultur: 4 - 7 Tage; PCR 1 Tag.
Seite 184 von 281
1.4.35
Mycoplasma pneumoniae
Klinik:
M. pneumoniae gilt als Erreger von Infektionen der oberen (Pharyngitis, Rhinitis, Otitis
media)
und
unteren
Atemwege
(Bronchitis,
Pneumonie).
Darüber
hinaus
sind
extrapulmonale Infektionen möglich: Meningitis, Enzephalitis, Fazialisparesen, transverse
Myelitis, Myokarditis, Pankreatitis, Nephritis, Hepatitis.
Untersuchungsmethoden:
-
Kultur nur bei epidemiologischen Fragestellungen
-
DNA-Nachweis mittels PCR zum Nachweis der Keime aus den Sekreten der Atemwege,
nested PCR zum Nachweis der Keime aus Liquor (Sensitivität 70%-95%, Spezifität
100%)
-
Antikörpernachweis (ELISA, Immunoblot).
Untersuchungsmaterialien:
-
Trachealsekret, BAL, Sputum ist wenig geeignet
-
in Ausnahmefällen tiefe Rachenabstriche, besser nasopharyngeale Absaugung
-
Liquor bei extrapulmonalen Infektionen.
Probengefäße:
Sputumröhrchen für Nativmaterial, Universal-Probengefäß mit blauem Verschluss, UniversalAbstrichröhrchen mit blauer Kappe.
Lagerung und Transport:
Nativmaterial ohne Transportmedium: ≤ 2 h bei RT, bei längerer Lagerung Einfrieren bei
minus 70°C und Versand auf Trockeneis
Materialien in Transportmedium: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei
4°C.
Dauer der Untersuchung:
PCR: 1 Tag; nested PCR: 2 Tage; Kultur bis zu 21 Tagen, Antikörpernachweis: ELISA 1 Tag,
Immunoblot: 2 Tage; die Untersuchungen werden nicht täglich durchgeführt.
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1.4.36
Mykobakterien - Mycobacterium tuberculosis - Komplex
In Deutschland kommt am häufigsten Mycobacterium tuberculosis, selten M. bovis
(Reservoir bei Rindern) vor. In sehr seltenen Fällen Infektionen durch M. microti
(Vorkommen bei Nagern). Aufgrund ihrer engen genotypischen und phänotypischen
Verwandtschaft werden M. tuberculosis, M. bovis, M. bovis BCG, M. africanum (in Afrika
vorkommend) und M. microti zum Mycobacterium tuberculosis-Komplex zusammengefasst.
Klinik:
Lungentuberkulose,
Miliartuberkulose,
extrapulmonale
Erkrankungen,
bei
immun-
supprimierten Patienten Impf-Tuberkulose durch den Tuberkulose-Impfstamm M. bovis BCG.
Untersuchungsmethoden:
-
Mikroskopie der Nativmaterialien (Ziehl-Neelsen-Färbung)
-
Kultur mit Resistenzbestimmung der Isolate
-
DNA-Nachweis mittels PCR; Identifikation auf Speziesebene durch 16S rRNASequenzanalyse.
Die Mikroskopie wird anhand des nach Ziehl-Neelsen gefärbten Direktpräparates beurteilt.
Die Menge nachgewiesener säurefester Stäbchen (SFS) wird semiquantitativ angegeben:
+/-:
1-3 SFS/Präparat
+:
4-10 SFS/Präparat
++:
10-100 SFS/Präparat
+++:
1-10 SFS/Gesichtsfeld
++++:
> 10 SFS/Gesichtsfeld
Nachweisgrenze:
Mikroskopie: 105 Mykobakterien/ml Sputum bzw. bei 104/ml bei angereicherten Proben
PCR:
102-103 Mykobakterien/ml Sputum
Kultur:
bei 10-100 Mykobakterien/ml Sputum. Die Kultur hat die größte Sensitivität.
Bei wenig Untersuchungsmaterial muss der Kultur vor der PCR der Vorzug gegeben werden.
Untersuchungsmaterialien:
-
Sputum oder indiziertes Sputum, BAL, Tracheal- und Bronchialsekret
-
Magensaft in Natriumphosphatlösung (Tel.: 201-46918)
-
Urin
Seite 186 von 281
-
Nativblut (Heparin- oder Citratblut)
-
Liquor
-
Biopsate und Wundsekrete (nativ, nicht in Abstrich-Röhrchen!), Punktate.
Bei der Lungentuberkulose sollte die Diagnostik aus drei am Morgen gewonnenen
Sputumproben erfolgen. Ist dies nicht möglich, so sollte induziertes Sputum gewonnen
werden. Weiterhin kommt die dreimalige Untersuchung von Magensaft in Frage. Invasiv
gewonnene Materialien haben eine größere Sensitivität, insbesondere die BAL.
Zum Nachweis von Mycobacterium tuberculosis aus Blut sind die herkömmlichen
Blutkultursysteme nicht geeignet. Es sollten 10 - 12 ml Heparin- oder Citratblut eingesandt
werden, die dann im Labor auf Spezialnährmedien verimpft werden.
Untersuchungsmengen:
-
Sputum
≥ 2 ml
-
Bronchialsekret
5 - 10 ml
-
Magensaft (immer bei Kindern)
20 - 30 ml
-
BAL, Pleurapunktat
10 - 30 ml
-
Urin (am besten konzentrierter Morgenurin)
30 - 50 ml
-
Liquor
≥ 5 ml
-
Blut (Heparin- oder Citratblut)
5 - 10 ml
-
Stuhl
etwa 5 g (bohnengroß)
-
Darmbiopsie bei HIV-Patienten
in 1 ml NaCl-Lösung
Diese Mengen müssen unbedingt eingehalten werden! Bei Einsendung von kleineren
Mengen schließt ein negativer Befund eine Tuberkulose nicht aus!
Lagerung und Transport:
≤ 24 h bei 4°C.
Interpretation:
Ein positives Mikroskopie-Ergebnis oder Wachstum in Flüssigmedien erlaubt noch keine
Artdiagnose. Ein negatives PCR-Ergebnis schließt eine Tuberkulose nicht aus!
Dauer der Untersuchung:
Kultur: je nach der Konzentration der Erreger 2 - 4 Wochen; ein negativer Befund wird nach
10 Wochen erstellt; Resistenzbestimmung: ca. 2 Wochen; PCR mit Sequenz: 4 Tage.
Seite 187 von 281
1.4.37
Nicht-tuberkulöse Mykobakterien (NTM)
Klinik:
-
Pulmonale Infektionen:
M. avium-intracellulare-Komplex, M. kansasii, M. malmoense, M. chelonae, M.
abscessus, M. xenopi
-
Haut- und Weichteilinfektionen:
M. marinum, M. ulcerans, M. fortuitum, M. chelonae, M. abscessus, M. ulcerans, M.
haemophilum
-
Wund- und Fremdkörperinfektionen:
M. chelonae, M. abscessus, M. fortuitum
-
Systemische Infektionen:
M. avium, M. kansasii (bei HIV-positiven Patienten), M. abscessus, M. chelonae, M.
haemophilum (bei HIV-negativen Patienten)
-
Lymphadenitis:
M. avium, M. scrofulaceum, M. malmoense.
Untersuchungsmethoden:
-
Mikroskopie (Ziehl-Neelsen-Färbung)
-
Kultur, Identifizierung durch 16S rRNA-Sequenzanalyse
-
Resistenzbestimmung, ausgenommen schnellwachsende Mykobakterien (externe
Untersuchung im Nationalen Referenzzentrum für Mykobakterien, Parkallee 35, 23845
Borstel, Tel.: 045-37188210)
-
PCR der Nativmaterialien (externe Untersuchung in Borstel).
Untersuchungsmaterialien:
-
Sputum oder indiziertes Sputum, BAL, Tracheal- und Bronchialsekret
-
Blut (Heparin- oder Citratblut)
-
Biopsate und Wundsekrete, Punktate
-
Gewebeproben,
insbesondere
Lymphknotenextirpate
(in
0,5
ml
sterilem
NaCl
aufnehmen)
Zum Nachweis von NTM aus Blut sind die herkömmlichen Blutkultursysteme nicht geeignet.
Es sollten 10 -12 ml Heparin- oder Citratblut eingesandt werden.
Untersuchungsmengen:
-
Sputum
≥ 2 ml
-
Bronchialsekret
5 - 10 ml
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-
BAL, Pleurapunktat
10 - 30 ml
-
Blut (heparinisiert oder Citratblut)
5 - 10 ml
-
Biopsiematerial
in 1 ml NaCl-Lösung
Lagerung und Transport:
innerhalb von 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
Kultur: je nach Konzentration und Wachstumsgeschwindigkeit 1 Woche bis zu 8 - 12
Wochen; ein negativer Befund wird nach 12 Wochen erstellt.
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1.4.38
Neisseria gonorrhoeae - Gonorrhoe
Gonokokken sind sehr empfindlich gegenüber Umwelteinflüssen und Kälte. Sie sterben in
der Umwelt sehr schnell ab. Daher müssen für den Transport des Untersuchungsmaterials
spezielle Transportmedien benutzt werden.
Klinik:
Gonorrhoe, Urethritis, Vaginitis, Endometritis, Salpingitis, Adnexitis, infektiöse Arthritis,
Sepsis, bei Neugeborenen Konjunktivitis .
Untersuchungsmethoden:
-
Mikroskopie (Gramfärbung)
-
Kultur mit Resistenzbestimmung der Isolate.
Untersuchungsmaterialien:
Abstriche (Urethra, Konjunktiva, Vagina, Zervix), Ejakulate, Gewebebiopsien, Sekrete,
Gelenkpunktate, Augen- und Rachenabstriche.
Die Abstriche müssen entweder
-
sofort auf Selektivmedien (Thayer-Martin-Agar, Anforderung über Tel.: 201-46918)
verimpft und sofort ins Labor gebracht werden oder
-
in einem speziellen Transportmedium (GO-Slide, Auskunft über Tel.: 201-46939)
transportiert werden.
Probengefäße:
-
Sterile Universal-Röhrchen mit Transportmedium
-
Kommerzielle Transportmedien, z. B. GO-Slide
Gefäße ohne Transportmedien können nicht verwendet werden!!
Lagerung und Transport :
≤ 1 h nach Abimpfen auf die Agarplatte oder bis zu 24 h im Transportmedium.
Ein Transport von Materialien ohne Verwendung eines Transportmediums ist nicht möglich!
Dauer der Untersuchung:
Kultur: 2-5 Tage, Resistenzbestimmung 2 Tage. Ein negativer Befund wird nach 5 Tagen
erstellt.
Seite 190 von 281
1.4.39
Nocardia spp. - Nokardiose
In Deutschland kommen in erster Linie N. asteroides und N. farcinica, seltener N. abscessus,
N. paucivorans und N. nova vor. N. brasiliensis führt eher zu superfizialen Nokardiose und
kommt in den Tropen vor.
Klinik:
Nokardien verursachen v. a. bei Immunsupprimierten oder bei Patienten nach einer
Organtransplantation Infektionen: pulmonale Nokardiose (Pneumonie), cerebrale Nokardiose
(granulomatöse Infektion des ZNS) häufig durch hämatogene Ausbreitung aus der Lunge
und disseminierte Nokardiosen (Endokarditis). Nokardiosen der Haut kommen auch bei
immunkompetenten Patienten v. a. in den Tropen, in Deutschland sehr selten vor.
Untersuchungsmethoden:
-
Mikroskopie (Gramfärbung, modifizierte Ziehl-Neelsen-Färbung)
-
Kultur und Resistenzbestimmung der Isolate; Speziesidentifizierung mittels 16S rRNASequenzanalyse.
Untersuchungsmaterial:
Sputum
oder
besser
bronchoskopisch
gewonnenes
Material,
Liquor,
Punktate,
Abszessmaterial, Hirnbiopsien, Wundabstriche, Wundsekrete.
Untersuchungsgefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Schraubverschluss, Universal-Abstrichröhrchen mit
blauer Kappe.
Lagerung und Transport:
≤ 24 h bei RT
Da Nokardien sehr empfindlich gegenüber Kälteeinflüssen sind, sollte eine Kühlung des
Untersuchungsmaterials unterbleiben.
Dauer der Untersuchung:
Kultur: 4 - 7 Tage, Sequenzanalyse bis zu 14 Tagen. Ein negativer Befund wird nach 2
Wochen erstellt.
Gezielte Untersuchungsanforderung, da die Kulturen länger bebrütet werden müssen!
Seite 191 von 281
1.4.40
Pneumocystis jirovecii
Klinik:
Pneumocystis jirovecii (früher Pneumocystis carinii) verursacht bei immunsupprimierten
Patienten eine Pneumonie. Extrapulmonale Manifestationen sind selten.
Untersuchungsmethode:
-
Mikroskopie (Giemsafärbung oder mit fluoreszierenden Antikörpern)
-
Nested PCR
Untersuchungsmaterialien:
Das Untersuchungsmaterial muss Material aus den Alveolen enthalten.
-
BAL, transtracheale Biopsate (Sensitivität 80% - 90%).
-
induzierte Sputumproben, Bronchial- und Trachealsekreten (Sensitivität 50% - 60%)
-
nicht geeignet sind Sputum, Rachenabstriche.
Transportgefäße:
Universal-Probenröhrchen mit blauem Verschluss.
Lagerung und Transport:
≤ 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
Mikroskopie: 3 h, PCR: 2 Tage.
Für die Untersuchung ist eine gezielte Anforderung notwendig, da Spezialfärbungen
durchgeführt werden.
Seite 192 von 281
1.4.41
Staphylococcus spp.
S. aureus, S. epidermidis-Gruppe, S. saprophyticus
Koagulasenegative Staphylokokken (KN-Staphylokokken) gehören zur Normalflora der Haut
und Schleimhäute und werden daher nicht in jedem Untersuchungsmaterial differenziert und
ausgetestet.
Klinik :
S. aureus :
Wundinfektionen,
Hautinfektionen,
eitrige
Sepsis,
Abszesse,
Endokarditis,
Impetigo
und
Osteomyelitis,
andere
Arthritis,
Staphylococcal Scalded Skin Syndrome, Toxic Shock Syndrome
S. epidermidis-Gr. :
Endokarditis, Katheter-assoziierte Infektionen, Fremdkörperinfektionen
S. saprophyticus:
Infektionen der Harnwege.
Untersuchungsmethoden:
-
Mikroskopie (Gramfärbung)
-
Kultur und Resistenzbestimmung der Isolate (MHK-Bestimmung)
Differenzierung und Austestung von S. aureus, S. saprophyticus und klinisch relevanten
KN-Staphylokokken
-
Nachweis von Panton-Valentin-Leukozidin (PVL) bei S. aureus-Stämmen mittels PCR
nach Rücksprache mit dem Labor.
Untersuchungsmaterial:
Abstriche aller Art, Sekrete, Punktate, Biopsien, Blutkulturen, Liquor, Fremdkörper,
Herzklappen.
Untersuchungsgefäße:
Universal-Abstrichtupfer
mit
blauer
Kappe,
Universal-Probenröhrchen
mit
blauem
Verschluss.
Lagerung und Transport:
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
Kultur mit Resistenzbestimmung 2 - 3 Tage; PVL-PCR: 1 Tag.
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SSSS = Staphylococcal Scalded Skin Syndrome
Erreger:
Staphylococcus aureus mit exfoliativen Toxinen A und B
Nachweis:
Exfoliativtoxine (Gene ETA oder ETB) mittels PCR im Referenzlabor (RobertKoch-Institut, Burgstraße 37, 38855 Wernigerode; Tel.: 039-43679246).
TSS = Toxic Shock Syndrome
Erreger:
Staphylococcus aureus mit Toxic Shock Syndrome Toxin 1 (TSST-1), z. T.
auch mit Enterotoxin A und B
Nachweis:
Toxinnachweis von TSST-1, Enterotoxin A und B, PCR zum Nachweis der
Gene tst, sea und seb, im Referenzlabor (Robert-Koch-Institut, Burgstraße 37,
38855 Wernigerode; Tel. 039-43679246).
Seite 194 von 281
1.4.42
MRSA
Methicillin-resistenter S. aureus
siehe unter M
Seite 195 von 281
1.4.43
Streptococcus spp.
Klinik:
-
S. pyogenes (A-Streptokokken):
Tonsillitis, Scharlach (A-Streptokokken mit erythrogenem Toxin), Erysipel, Sepsis, Toxic
Shock Syndrome, nekrotisierende Fasciitis u. a.
-
S. agalactiae (B-Streptokokken):
Sepsis und Meningitis bei Neugeborenen, Harnwegsinfektionen
-
C-, F-, G-Streptokokken:
Sepsis, Wundinfektionen, Abszesse
-
S. pneumoniae (Pneumokokken):
Pneumonie, Otitis, Meningitis, Sepsis
-
Streptokokken der Viridansgruppe:
Endokarditis.
Untersuchungsmethoden:
Kultur mit Resistenzbestimmung (A-Streptokokken nur bei Penicillinallergie).
Untersuchungsmaterial:
Abstriche aller Art, Blutkulturen, Liquores, usw.
Untersuchungsgefäße:
Universal-Abstrichtupfer mit blauer Kappe, Universal-Untersuchungsröhrchen mit blauem
Verschluss.
Lagerung und Transport
≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
STSS = Streptococcal Toxic Shock Syndrome
Erreger:
Streptococcus
pyogenes
(A-Streptokokken),
B-Streptokokken
und
C-
Streptokokken mit erythrogenen Toxinen
Nachweis:
Nachweis der erythrogenen Toxine (SPE, SPA, SPB, SPC) mittels ELISA und
PCR zum Nachweis der Gene speA, speB und speC im Referenzzentrum
(Institut für Hygiene und Mikrobiologie, Pauwelstraße 30, 52057 Aachen, Tel.:
0241-808-9787).
Seite 196 von 281
1.4.44
Ureaplasma urealyticum
Klinik:
Ureaplasma urealyticum verursacht Infektionen des Urogenitaltraktes (Urethritis) und ist ein
seltener Erreger der Sepsis und Pneumonie bei Frühgeborenen. Darüber kann eine
urogenitale Besiedlung in der Schwangerschaft zur Frühgeburtlichkeit führen.
Untersuchungsmethoden:
-
Kultur
Da auch die Harnröhre von Gesunden mit Ureaplasmen besiedelt sein kann, sollte der
Nachweis der Keime zur Diagnose der Urethritis quantitativ geführt werden.
Untersuchungsmaterial:
-
Trachealsekret, Bronchialsekret, Rachenabstriche bei Frühgeborenen
-
Abstriche aus dem Urogenitaltrakt (Vagina, Urethra), Sperma, Prostatasekret
-
Liquor bei Hydrocephalus (bei Frühgeborenen)
-
Blut bei V. a. Sepsis bei Frühgeborenen
Die normalen Blutkultursysteme sind zur Anzucht von Mykoplasmen nicht geeignet. Für
die Untersuchung von Blut müssen 2 ml Heparinblut (1 mg/10 ml) in 9 - 18 ml 10 BBouillon (Anforderung unter Tel.: 201-46918) eingesandt werden.
Bei Urethritis:
-
erster Morgenurin (Transport ≤ 2 h )
-
Urethralsekret (falls möglich eine definierte Millilitermenge) in 2 ml 10 B-Medium
(Anforderung unter Tel.: 46939)
-
Urethralabstrich.
Materialentnahme bei Urethritis:
-
das Untersuchungsmaterial (Urethralsekret bzw. -abstriche ) sollte, falls möglich, mit
einer kalibrierten Platin- bzw. Plastiköse entnommen werden und in 2 ml 10 B-Bouillon
inokuliert werden
-
für die Entnahme von Urethralabstrichen sollten Dacrontupfer verwendet werden, da
Baumwolltupfer Inhibitoren enthalten können.
Probengefäße:
Universal-Abstrichröhrchen mit blauer Kappe, Universal-Probenröhrchen mit blauem
Verschluss.
Seite 197 von 281
Lagerung und Transport:
-
Abstriche ohne Transportmedium: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu
24h bei 4°C, bei längerem Transport Lagerung bei minus 70°C.
-
Blut: in 10B-Bouillon ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, bis zu 24 bei 4°C
-
Urin: ≤ 2 h bei RT, ist das nicht möglich, Lagerung bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
Kultur: 3 - 5 Tage; ein negativer Befund wird nach 4 Tagen erstellt.
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1.4.45
Vibrio cholerae - Cholera
Klinik:
Cholera
Untersuchungsmethode:
Mikroskopie
Kultur mit Resistenzbestimmung der Isolate.
Untersuchungsmaterial:
Stuhl
Der Erreger ist sehr empfindlich gegenüber Umwelteinflüssen. Der Stuhl muss daher in
alkalischem Peptonwasser (Anforderung über Tel.: 201-46918) transportiert werden!
Probengefäße:
Probengefäß mit alkalischem Peptonwasser.
Lagerung und Transport:
≤ 1 h bei RT, eine längere Lagerung ist nicht möglich.
Dauer der Untersuchung:
2 Tage
Meldepflicht!
Seite 199 von 281
1.4.46
Yersinia spp.
Yersinia enterocolitica, Yersinia pseudotuberculosis.
Klinik:
Enteritis (Yersinia enterocolitica) mit wässrigen, selten blutigen Durchfällen
Pseudoappendizitis (Yersinia pseudotuberculosis)
Postinfektiöse Arthritis.
Untersuchungsmethode:
-
Kultur mit Resistenzbestimmung der Isolate
-
Kultur nach Kälteanreicherung
-
Serum zum Nachweis von Antikörpern (siehe Leistungsverzeichnis Serologie).
Untersuchungsmaterial:
Stuhl
bei V. a. disseminierte Infektion: Blut, Liquor, Punktate, Urin
bei V. a. postinfektiöse Arthritis: Serum zum Antikörpernachweis.
Probengefäße:
Stuhlröhrchen,
Blutkulturflaschen,
Universal-Probenröhrchen
mit
blauem
Verschluss,
Serumröhrchen
Lagerung und Transport:
≤ 2h bei RT, ist das nicht möglich, bis zu 24 h bei 4°C.
Dauer der Untersuchung:
Kultur: 2 Tage, Kälteanreicherung über 10 Tage; ein negativer Befund wird nach 10 Tagen
erstellt.
Meldepflicht!
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2 SEROLOGIE
Abkürzungen:
ASD:
Ag:
ASL:
ELFA:
ELISA:
FTA-ABS:
HAT:
IE:
IFT:
KBR:
PA:
TPPA:
VDRL:
Antistreptokokken DNase
Antigen
Antistreptolysin-O-Reaktion
Enzyme-linked fluorescence assay
Enzyme-linked immunosorbent assay
Fluoreszenz-Treponema-Antikörper-Absorptionstest
Hämagglutinationstest
Immunelektrophorese
Immunfluoreszenztest
Komplementbindungsreaktion
Partikelagglutinationstest
Treponema pallidum Partikelagglutinationstest
Venereal-Disease-Research-Laboratory-Test
2.1 Bakteriologie
2.1.1 Bartonella henselae
Patientenauswahl: Patienten mit V. a. Katzenkratzkrankheit (fieberhafte Lymphadenitis, ZNSBeteiligung, Endokarditis nach Katzenbiss oder -kratzer). Immunsupprimierte Patienten mit V. a.
bazilläre Angiomatose (kutane blaurote Läsionen) bzw. Peliosis hepatis (bazilläre Hepatitis).
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: Immunfluoreszenztest (IgG und IgM)
Die Serologie wird extern durchgeführt (Institut für Medizinische Mikrobiologie, Klinikum der GoetheUniversität, Paul-Ehrlich-Str. 40, 60596 Frankfurt/Main).
2.1.2 Borrelia burgdorferi
Patientenauswahl: Patienten mit Facialisparese, lymphozytärer Meningitis/Meningoradikulitis, chron.
Enzephalomyelitis, Arthralgien, Oligoarthritis, chron. rezidivierende Arthritis, Karditis, Myositis,
Acrodermatitis chronica atrophicans. Die Serodiagnostik ist für das Erythema migrans in der Regel
nicht von differentialdiagnostischer Bedeutung, da die Sensitivität mit ca. 50% zu niedrig ist!
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml, Liquor 1 ml
Untersuchungsverfahren: ELISA (IgG und IgM); Immunoblot (IgG und IgM)
Befundinterpretation:
Bewertung:
Extinktion Probe:
positiv:
> Cut-off-Wert + 20 %
Grenzwert:
≥ Cut-off-Wert bis Cut-off-Wert + 20 %
negativ:
< Cut-off-Wert
Sensitivität: 97% für ELISA und Immunoblot (außer Erythema migrans, s. o.)
Die Serodiagnostik wird im Sinne einer Stufendiagnostik durchgeführt (1. Stufe ELISA als ScreeningTest; 2. Stufe Immunoblot als Bestätigungsreaktion). EIA und Immunoblot differenzieren nach IgGund IgM-Antikörpern. IgM-Antikörper sind in der Regel im Stadium I und II nachweisbar, können aber
Seite 201 von 281
auch länger persistieren. Der alleinige Nachweis von IgG-Antikörpern kann sowohl Ausdruck einer
manifesten Infektion, als auch eines Durchseuchungstiters mit fehlender klinischer Symptomatik sein.
Bei Verdacht auf Neuroborreliose wird im EIA die intrathekale Antikörperproduktion im Liquor überprüft
und die gemessene Antikörperkonzentration mit der im Serum in Relation gesetzt. Erhöhte
Serum/Liquor-Quotienten werden in nur etwa 65% bei neurologischen Manifestationen gefunden. Ein
negativer Antikörperbefund im Liquor schließt deshalb eine Neuroborreliose nicht aus!
2.1.3 Brucella abortus
Patientenauswahl: Patienten mit rezidivierendem Fieber unklarer Genese, Patienten mit chronisch
verlaufender
Allgemeinerkrankung
mit
mäßig
hohem
Fieber
(undulierende
Fieberkurve!).
Anamnestisch ist der Aufenthalt in Mittelmeerländern und der Verzehr von Rohmilchprodukten von
Bedeutung. Die Serologie hat wegen des langsamen Wachstums der Erreger und häufigen falsch
negativen kulturellen Befunden einen hohen Stellenwert.
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: KBR, Widal´sche Agglutinationsreaktion, Coombs-Test
Befundinterpretation:
Positive Bewertung: KBR-Titer > 16; Widal-Titer ≥ 160; Coombs-Test > 4 Titerstufen als Widal-Titer
Die KBR weist hauptsächlich IgG-Antikörper nach und ist deshalb insbesondere zur Serodiagnostik
der chronischen Brucellose geeignet. Die Widal´sche Agglutinationsreaktion weist insbesondere IgMAntikörper nach und ist daher für die Serodiagnostik einer akuten Brucellose geeignet. Der CoombsTest erfasst inkomplette Antikörper, insbesondere IgG und IgA. Dieser Test wird bei fortbestehendem
klinischem Verdacht und negativem Widal-Test angeschlossen. Hier besteht häufig Übereinstimmung
mit den Ergebnissen der KBR. Die mit Brucella abortus-Antigen durchgeführten Testverfahren
erlauben auch die Diagnose einer durch B. melitensis und B. suis verursachten Erkrankung.
Kreuzreaktionen bestehen u. a. mit Enterobacteriaceen und Francisella.
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2.1.4 Campylobacter jejuni
Patientenauswahl: Patienten mit reaktiver Arthritis und Guillain-Barré-Syndrom nach vorangegangener
Diarrhoe
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: Immunoblot (IgA und IgG)
Befundinterpretation:
Sensitivität: 78% (bezogen auf kulturell gesicherte Campylobacter Infektionen)
IgA-Antikörper finden sich während akuter und ausheilender Infektionen, können aber bei
Folgeerkrankungen (z.B. reaktive Arthritis) persistieren.
2.1.5 Chlamydia trachomatis
Patientenauswahl: Patienten mit chronischen und persistierenden Chlamydia trachomatis-Infektionen
(reaktive Arthritis, Urethritis, Prostatitis, Salpingitis, Infertilität, Extrauteringravidität), Patienten mit
follikulärer Konjunktivitis.
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml, Bindehautabstriche (auf Objektträger abgerollt und fixiert).
Untersuchungsverfahren: IgA-ELISA und IgG-ELISA (urogenitale Erkrankung, Pneumonie bei Frühund Neugeborenen, reaktive Arthritis), Antigen-IFT (okuläre Erkrankung).
Befundinterpretation:
Bewertung:
negativ: < 22 AU/ml; grenzwertig: 22-28 AU/ml; positiv: > 28 AU/ml
(Messbereich: 22 - 200 AU/ml)
IFT: >10 apfelgrün fluoreszierende Chlamydia trachomatis-Zellen
Spezifität: IgA (98%); IgG (95%)
Sensitivität bei akuter lokaler Infektion: IgA: 18-26%; IgG: 77-82%
Sensitivität bei chron. persistierender Infektion: IgA: 44-48%; IgG: 89-100%
Die hohe Spezifität des Verfahrens ergibt sich aus der Verwendung eines Spezies-spezifischen
Peptids (variable Domäne aus der immunodominanten MOMP-Region). Die frühe Phase der Infektion
ist serologisch nur unsicher zu erfassen, da Spezies-spezifische Antikörper erst 3-6 Wochen nach
Infektion gebildet werden. Der Nachweis von IgA- und IgG-Antikörpern weist auf eine akute oder
chronisch persistierende Infektion hin. Der alleinige IgG- Nachweis ist als abgelaufene Infektion zu
werten, ist aber auch bei chronisch persistierenden Infektionen anzutreffen. Die Antikörper–Prävalenz
ist in der gesunden Bevölkerung aufgrund der breiten Durchseuchung hoch (IgA 40%, IgG 65%).
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2.1.6 Chlamydophila pneumoniae
Patientenauswahl: Patienten mit persistierenden oder aktiven Chlamydophila pneumoniae-Infektionen
(Bronchitis, Sinusitis, chronische obstruktive Atemwegserkrankungen, atypische Pneumonien und
reaktive Arthritis).
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: ELISA (IgA und IgG)
Befundinterpretation:
Bewertung: negativ: < 22 AU/ml; grenzwertig: 22-28 AU/ml; positiv: > 28 AU/ml
Spezifität: IgA (94,9%); IgG (96,8%)
Sensitivität: IgA: 99%; IgG: 99%
Die hohe Spezifität des Verfahrens ergibt sich aus der Verwendung eines hochaufgereinigten und
spezifischen Antigens. Der Nachweis von IgA- und IgG-Antikörpern gegen C. pneumoniae erlaubt eine
Abklärung des Infektionsstatus und des Therapieverlaufs.
2.1.7 Coxiella burnetii
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf Q-Fieber
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: KBR (Phase 1 AG / Phase 2 AG)
Befundinterpretation:
Bewertung: >20 positiv (KBR-Titer)
Kreuzreaktionen mit anderen Mikroorganismen sind unbekannt.
Die gegen Phase 1 und Phase 2 gerichteten spezifischen Antikörper dienen der Differenzierung von
akutem, zurückliegendem sowie chronischem Q-Fieber. Antikörper ab 1 : 40 gegen Phase 2 sprechen
für ein akutes Q-Fieber, Antikörper > 1 : 200 gegen Phase 1 werden als Indikator für einen
chronischen Verlauf angegeben.
Seite 204 von 281
2.1.8 Diphtherie-Antitoxin (Impfstatus)
Patientenauswahl: Die Bestimmung des Diphtherie-Antitoxin-Titers ist indiziert bei unklarem
Impfstatus und zur Kontrolle der Immunantwort bei bestimmten Grundkrankheiten (z. B. Malignomen,
AIDS, hämatologischen Erkrankungen) oder therapeutischen Maßnahmen (z. B. Immunsuppression,
Zytostatika, Bestrahlung).
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: ELISA
Befundinterpretation:
Die Testergebnisse werden als IE/ml angegeben.
<0,1 IE/ml: Antikörper in niedriger Konzentration gegen Diphtherie-Toxin vorhanden. Der
Antikörpernachweis ist kein Entscheidungskriterium für eine Auffrischimpfung. Hierfür kann nur die
Impfanamnese hinzugezogen werden.
>0,1 IE/ml: Antikörper gegen Diphtherie-Toxin vorhanden. Der Antikörpernachweis ist kein
Entscheidungskriterium für eine Auffrischimpfung. Hierfür kann nur die Impfanamnese hinzugezogen
werden.
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2.1.9 Escherichia coli O157 (EHEC)
Patientenauswahl: Patienten mit V. a. enteropathisches hämolytisch-urämisches Syndrom (HUS)
oder inkomplettem HUS.
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchung wird im Auftrag bei
Prof. Dr. med. Helge Karch am Universitätsklinikum Münster, Institut f. Hygiene,
Robert-Koch-Str. 41, 48149 Münster
durchgeführt.
2.1.10
Francisella tularensis
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf Tularämie. Anamnestisch ist der Aufenthalt besonders
in den USA und im Süden Russlands, sowie Kontakte mit infizierten Tieren (Jäger!) oder
Insektenstichen von Bedeutung.
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: Widal´sche Agglutinationsreaktion
Befundinterpretation:
Antikörper lassen sich frühestens 2 Wochen nach Infektion nachweisen. Titer von ≥ 40 gelten als
Hinweis. Ansteigende Antikörpertiter sichern die Diagnose. Kreuzreaktionen mit Brucellen sind häufig.
Seite 206 von 281
2.1.11
Helicobacter pylori
Patientenauswahl: Patienten mit Magenbeschwerden, bei denen keine Indikation oder eine
Kontraindikation für die Gastroskopie besteht. In der Regel ist eine endoskopische Untersuchung mit
H. pylori-Nachweis der serologischen Diagnostik vorzuziehen.
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: ELISA (IgG); Immunoblot (IgG)
Befundinterpretation:
Sensitivität: 90%
Spezifität: 90% ELISA; 100% Immunoblot
Die Serodiagnostik wird im Sinne einer Stufendiagnostik durchgeführt (1. Stufe ELISA als ScreeningTest; 2. Stufe Immunoblot als Bestätigungsreaktion). Der Nachweis von IgG-Antikörpern spricht für
das Vorliegen einer chronischen Infektion mit Helicobacter pylori. Der Nachweis von IgA- oder IgMAntikörpern ist ohne praktische diagnostische Bedeutung. IgG-Antikörper gegen H. pylori bleiben
auch nach erfolgreicher Eradikationstherapie u. U. noch monate- bis jahrelang nachweisbar, so dass
sich die Serologie nur sehr eingeschränkt zur Kontrolle des Erfolgs einer Eradikationstherapie eignet.
Für diese Fragestellung ist ein
13
C-Harnstoff-Atemtest vorzuziehen. Der Nachweis CagA-spezifischer
Antikörper kann von Bedeutung sein, da Patienten mit Ulcus, Carcinom oder Lymphom in den
meisten Fällen mit CagA-positiven Stämmen infiziert sind.
2.1.12
Legionella pneumophila
Patientenauswahl: Patienten mit atypischer Pneumonie
Untersuchungsmaterial: 10 ml Urin (Antigennachweis)
Untersuchungsverfahren: ELISA
Befundinterpretation: positiv > cut-off
Sensitivität: 70%
Spezifität: 99,8%
Der sensitive und sehr spezifische Legionellen-Antigennachweis ist eine wichtige Ergänzung zum
kulturellen Erregernachweis, der weniger sensitiv ist. Da signifikante Antikörpertiter erst sehr spät (bis
zu 6 Wochen) nach einer Infektion auftreten, wird für die Akutdiagnostik einer Legionellose kein
Antikörper- sondern ein Antigen-Nachweis durchgeführt. Ein negatives Ergebnis schließt jedoch eine
Legionelleninfektion nicht aus, da die Ausscheidung grundsätzlich zeitlich variabel sein kann. Die
Sensitivität lässt sich durch Testwiederholung auf 95% steigern, kann aber bei der nosokomialen
Infektion niedriger als bei der ambulant erworbenen Erkrankung liegen. Durch eine Makrolid-Therapie
wird die Antigen-Ausscheidung nicht beeinflusst.
Seite 207 von 281
2.1.13
Leptospira species
Patientenauswahl: Patienten mit V. a. Leptospirose (hochfieberhafte, plötzlich einsetzende
Allgemeinerkrankung mit Konjunktivitis, Hepatitis; auch Meningitis, Pneumonie nach Kontakt zu
Nager- und Wildtierurin, bzw. damit kontaminierte Böden und Wasser).
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: Mikroagglutinationsverfahren, ELISA
Die
Serologie
wird
extern
durchgeführt
(Bayerisches
Landesamt
für
Gesundheit
und
Lebensmittelsicherheit, Veterinärstr. 2, 85764 Oberschleißheim)
2.1.14
Mycoplasma pneumoniae
Patientenauswahl: Patienten mit schweren Infektionen der
Atemwege (Pharyngitis, Otitis,
Tracheobronchitis, interstitieller Pneumonie, Pleuraerguss) und Patienten mit neurologischen
Manifestationen
(unklare
Meningitis,
Encephalitis,
Meningoencephalitis,
transverse
Myelitis,
Hirnnervenlähmungen wie Facialisparese, Psychosen, Gilles de la Tourette-Syndrom, Guillain-BarréSyndrom, Hirnstammsymptomatik und Hirninfarkte).
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: Partikelagglutinationstest (PA), ELISA: IgG/IgA/IgM (Immunoblot)
Befundinterpretation: Grenzwert: 40 (PA)
Die serologische Diagnose der Mycoplasma pneumoniae-Infektion erfolgt stufenweise. Die erste
Stufe besteht aus dem Partikelagglutinationstest (PA), einem Screening-Test mit guter Sensitivität
(100%) und Spezifität (95,6%). Dieser Test erfasst vorwiegend IgM-, aber auch IgG-Antikörper. Die 2.
Stufe besteht aus dem ELISA zum Nachweis von rekombinantem Antigen-Gemisch gegen M.
pneumoniae. Dieser Test hat eine hohe Spezifität (IgA: 98%, IgG: 80 %)) und beruht auf dem
Nachweis von Antikörpern gegen rekombinante Antigene (u. a. P 1). Ein 3 bis 4facher Titeranstieg im
PA oder der Nachweis von IgM- und IgA-Antikörpern im ELISA bei einem Titer ≥ 40 im PA spricht für
eine akute Infektion. Isolierte IgG-Antikörper-Nachweise über einen langen Zeitraum im ELISA
sprechen für eine abgelaufene Infektion.
Bei Infektionen mit M. pneumoniae sind isoliert erhöhte IgM-Werte ebenso möglich, wie IgG- und IgMReaktionen (bei erkrankten Kindern mit einer Erstinfektion). Bei Erwachsenen ist eine IgG- und IgMReaktion, aber auch eine Reaktion ohne IgM-Beteiligung, dafür aber eine IgA-Antikörperbildung vor
allem bei Sekundärinfektionen möglich. Die frühe Phase einer Infektion wird mit serologischen
Verfahren nicht erfasst, da die Antikörperantwort relativ spät nach Beginn der klinischen Symptomatik
einsetzt.
Seite 208 von 281
2.1.15
Neisseria gonorrhoeae
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf chronische verlaufende Gonorrhoe,
Arthritis
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: KBR
Befundinterpretation:
Bewertung: 20 Grenzwert; ≥20 positiv (KBR-Titer)
Die Untersuchung ist nur sinnvoll für den beschriebenen Patientenkreis, jedoch für die Diagnostik der
akuten Gonorrhoe nicht geeignet. Wegen zahlreicher Kreuzreaktionen mit anderen bakteriellen
Erregern sind falsch positive Ergebnisse nicht selten.
2.1.16
Rickettsia sp.
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf Fleckfieber, Zeckenbissfieber oder
Tsutsugamushi-Fieber
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Die Untersuchung wird am
Bernhard-Nocht-Institut, Bernhard-Nocht-Straße 74, 20359 Hamburg
durchgeführt.
Seite 209 von 281
2.1.17
Salmonella spp
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf Typhus/Paratyphus/Enteritis, Verdacht auf reaktive
Arthritis nach vorangegangener Diarrhoe
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: Widal
Befundinterpretation:
Bewertung: Titer von >100 gelten als positiv, Titerbewegungen um 2 Stufen können ebenfalls
hinweisend auf eine Infektion sein.
2.1.18
Streptococcus pyogenes
Patientenauswahl: Die serologische Untersuchung beschränkt sich auf Patienten mit Verdacht auf
akutes rheumatisches Fieber, Chorea minor und akute Glomerulonephritis, da bei diesen
postinfektiösen Krankheitsbildern die Streptokokken selbst oft kulturell nicht mehr nachweisbar sind.
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: Antistreptolysin-O-Reaktion (ASL); Antistreptokokken-DNase B (ASD)
Befundinterpretation:
Ein Titeranstieg um 2 Stufen gilt als signifikant. Stehen nur Einzelseren zur Verfügung, werden ASLTiter ≥ 200 IE und ASD-Titer ≥ 200 IE als positiv bewertet. Die Sensitivität der ASL-Reaktion beträgt
80%. Sie ist nicht spezifisch für S. pyogenes, da Streptoloysin-O auch von Gruppe C- und GStreptokokken gebildet wird und Kreuzreaktionen auch mit anderen Hämolysinen grampositiver
Bakterien bestehen. Zur Erhöhung der Spezifität und Sensitivität wird zusätzlich der ASD (Sensitivität
80%) durchgeführt.
Seite 210 von 281
2.1.19
Tetanus-Antitoxin (Impfstatus)
Patientenauswahl: Die Bestimmung des Tetanus-Antitoxin-Titers ist indiziert bei unklarem Impfstatus
und zur Kontrolle der Immunantwort bei bestimmten Grundkrankheiten (z. B. Malignomen, AIDS,
hämatologischen Erkrankungen) oder therapeutischen Maßnahmen (z. B. Immunsuppression,
Zytostatika, Bestrahlung).
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: ELISA
Die Testergebnisse werden als IU/ml angegeben.
<0,1 IU/ml
Antikörper in niedriger Konzentration gegen Tetanus-Toxin vorhanden.
Der Antikörpernachweis ist kein Entscheidungskriterium für eine Auffrischimpfung.
Hierfür kann nur die Impfanamnese hinzugezogen werden.
>0,1 IU/ml:
Antikörper gegen Tetanus-Toxin vorhanden.
Der Antikörpernachweis ist kein Entscheidungskriterium für eine
Auffrischimpfung. Hierfür kann nur die Impfanamnese hinzugezogen
werden.
Seite 211 von 281
2.1.20
Treponema pallidum
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf Syphilis, einschl. Neurosyphilis und konnatale Syphilis;
Untersuchungen im Rahmen der Schwangerschaftsvorsorge
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml, Liquor 1 ml
Untersuchungsverfahren: TPPA, VDRL, FTA-ABS (IgG), IgM-Blot
Befundinterpretation:
Bewertung: positiv ≥80 (TPPA-Titer); 1 (VDRL-Titer); FTA-ABS
Als Suchtest dient der TPPA, der im positiven Falle mit dem FTA-ABS bestätigt wird. Eine
Unterscheidung zwischen florider Infektion und Serumnarbe ist mit diesen Verfahren nicht möglich.
Hierzu wird der Nachweis antilipoidaler Antikörper (VDRL) durchgeführt. Kreuzreaktionen bei
rheumatischen Erkrankungen, malignen Tumoren und der Borreliose können vorkommen. Da
antilipoidale Antikörper jedoch erst ab der 3. Woche nach der Infektion gebildet werden, wird in
Zweifelsfällen ein Treponemen-spezifischer IgM-Blot zur Diagnose einer frischen Infektion
durchgeführt. Persistierende IgM-Antikörper sind jedoch beschrieben. Der serologische Befund muss
daher immer zusammen mit der klinischen Symptomatik interpretiert werden. Zur Therapiekontrolle
wird ebenfalls der VDRL herangezogen; ein Sinken um zwei Titerstufen gilt als signifikant.
Bei infizierten Schwangeren besteht schon in der Frühschwangerschaft die Gefahr der Übertragung
der Treponemen auf das ungeborene Kind. Die konnatale Syphilis ist serologisch durch das
Vorhandensein von IgM neben positivem TPPA, FTA-ABS und VDRL im kindlichen Blut
charakterisiert; sie muss von einem möglichen Leihtiter von der Mutter abgegrenzt werden (fehlendes
IgM beim Neugeborenen).
Bei Verdacht auf Neurosyphilis wird neben Serum auch Liquor untersucht (TPPA, FTA-ABS, VDRL).
Für die Bestimmung des intrathekalen Antikörper (ITPA)-Index wird die Angabe von Gesamt-IgG aus
Serum und Liquor benötigt; ein Index > 3,0 zeigt eine autochtone Antikörperproduktion im Liquor an.
Seite 212 von 281
2.1.21
Yersinia enterocolitica/Y. pseudotuberculosis
Patientenauswahl: Die Serologie hat Bedeutung insbesondere bei nichtenteritischen Yersiniosen
(mesenteriale
Lymphadenopathie,
Pseudoappendizitis,
chronisch
rezidivierende
Ileokolitis,
extramesenteriale Manifestationen und Sepsis) sowie Folgeerkrankungen (reaktive Arthritis und
andere Manifestationen aus dem rheumatischen Formenkreis)
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: ELISA (IgA u. IgG); Immunoblot (IgA u. IgG)
Befundinterpretation:
Die Diagnostik wird im Sinne einer Stufendiagnostik durchgeführt. Positive ELISA-Befunde
(Screening) werden im Immunoblot verifiziert und eine Differenzierung der Immunglobulinklasse nach
IgG und IgA durchgeführt. IgA-Antikörper finden sich während akuter und ausheilender Infektionen,
können aber bei Folgeerkrankungen (z. B. reaktive Arthritis) persistieren. Serologisch ist eine
Differenzierung zwischen Yersinia pseudotuberculosis und Y. enterocolitica nicht möglich.
Seite 213 von 281
2.2 Mykologie
2.2.1 Aspergillus fumigatus
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf Aspergillus fumigatus-assoziierte Erkrankungen
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren:
ELISA
(Antigennachweis),
rekombinanter
IgG-ELISA,
KBR,
IE
(Antikörpernachweis)
Befundinterpretation:
Bewertung: KBR positiv ≥ 1:5; IE positiv ≥ 2 Banden; IgG-ELISA (semiquantitativ Index 0,8-1,0
grenzwertig, > 1,0 positiv); Antigennachweis (Index ≥ 0,5 positiv)
Sensitivität: Ag-ELISA 90%
Spezifität: Ag-ELISA 98,9 – 98,6%
Das diagnostische Vorgehen besteht aus einer Kombination von Antigen und Antikörpernachweis. Der
Antigennachweis kann schon vor Auftreten klinischer und radiologischer Zeichen einer Aspergillose
positiv werden und ist deshalb zur Überwachung von Risikopatienten geeignet. Da die
Diagnosestellung jedoch nicht in allen Erkrankungsphasen durch den Antigennachweis gelingt, muss
die serologische Diagnostik durch den Nachweis von Antikörpern gegen Aspergillus fumigatus ergänzt
werden.
2.2.2 Seltene Aspergillus-Spezies
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf eine durch Aspergillus niger oder Aspergillus versicolor
hervorgerufene Erkrankung.
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: Immunelektrophorese (IE)
Befundinterpretation:
Spezifische Tests zum Nachweis von Antigenen dieser Spezies stehen nicht zur Verfügung. Fehlende
Antikörper bei schwerer Immunsuppression schließen eine Infektion mit den genannten Spezies nicht
aus.
Seite 214 von 281
2.2.3 Außereuropäische Systemmykosen durch Coccidioides immitis
oder Histoplasma capsulatum
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf Infektion mit Coccidioides immitis oder Histoplasma
capsulatum
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: KBR, IE
Befundinterpretation:
Hinweise auf eine Infektion mit Coccidioides immitis oder Histoplasma capsulatum können durch die
Darstellung von Antikörpern erhoben werden. Geeignete Testsysteme zum Nachweis von Antigenen
dieser Spezies stehen nicht zur Verfügung.
2.2.4 Candida albicans
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf Candida-assoziierte Erkrankungen
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: Latexagglutination (Antigennachweis), KBR, HAT, IE (Antikörpernachweis)
Befundinterpretation:
Bewertung: KBR positiv ≥ 20; HAT positiv ≥ 640, grenzwertig 320; IE positiv ≥ 2 Banden; LatexAntigen positiv ≥ 4
Da nicht alle Erkrankungsstadien und Krankheitsbilder mit einer fassbaren Antigenämie einhergehen,
andererseits
aber
nicht
alle
Erkrankten
in
der
Lage
sind,
Antikörper
zu
produzieren
(Immunsuppression), sollte der serologische Nachweis einer Candidose durch eine Kombination von
Antigen- und Antikörpernachweis geführt werden.
Seite 215 von 281
2.2.5 Cryptococcus neoformans, C. gattii
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf Cryptococcus neoformans -assoziierte Erkrankungen
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml, Liquor 1 ml
Untersuchungsverfahren: Antigennachweis (Latex-Agglutination im Serum und Liquor)
Befundinterpretation:
Bewertung: positiv ≥2
Die Diagnostik der Kryptokokkose basiert im Wesentlichen auf dem Nachweis von Cryptococcus
neoformans-Antigen in Serum und Liquor. Ein positiver Befund beweist eine Kryptokokkose.
2.2.6 Exogen Allergische Alveolitis
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf eine exogen allergische Alveolitis (Farmerlunge,
Vogelhalterlunge) hervorgerufen durch nachfolgend beschriebene Antigene: Aspergillus fumigatus,
Aspergillus
niger,
Aspergillus
versicolor,
Candida
albicans,
Thermoactinomyces
vulgaris,
Aureobasidium pullulans, Micropolyspora faeni, Penicillium notatum, Histoplasma capsulatum,
Coccidioides immitis, Taubenserum, Hühnerserum.
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: Immunelektrophorese (IE)
Befundinterpretation:
Das Einatmen organischer Stäube kann eine exogen-allergische Alveolitis hervorrufen. Dabei können
u. a. Bestandteile von Mikroorganismen als Antigene fungieren. Bei der Erkrankung werden
spezifische Antikörper (vor allem IgG) gebildet, die mittels IE nachweisbar sind.
Seite 216 von 281
2.3 Parasitologie
2.3.1 Echinococcus spp.
Patientenauswahl: Personen mit Erkrankungen der Leber oder Raumforderungen in der Leber
und/oder zystischen Veränderungen in anderen Organen; Risikopersonen (Jäger und Berufstätige in
land- und forstwirtschaftlichen Betrieben in Endemiegebieten).
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren:
Echinococcus
granulosus
(rekomb.
ELISA,
HAT,
Westernblot);
Echinococcus multilocularis (ELISA; rekomb. ELISA, Westernblot)
Befundinterpretation:
Bewertung: > 160 HAT positiv; ELISA Index ≥1,1 positiv
Die serologische Untersuchung wird im Sinne einer Stufendiagnostik durchgeführt. Die erste Stufe
verwendet serologische Testverfahren (ELISA, HAT) mit Gesamtantigenpräparationen. Bei Verdacht
auf eine alveoläre Echinokokkose sollen die Tests mit E. multilocularis-Larvenantigen, bei Verdacht
auf eine zystische Echinokokkose mit Hydatidenflüssigkeit von E. granulosus durchgeführt werden.
Fallen diese Untersuchungen positiv aus, stehen rekombinante Antigene zur Verfügung, die den
Befund bestätigen und serologisch eine Art-Identifizierung erlauben. Die Sensitivität der ScreeningTests liegt für E. multilocularis bei > 95%, für E. granulosus bei ca. 80%. In 93% der im ScreeningTest positiven E. multilocularis Patientenseren und in 89% der im E. granulosus Screening-Test
positiven Seren ist die serologische Differenzierung in der anschließenden 2. diagnostischen Stufe
möglich. Bei keinem eindeutigen serologischen Ergebnis kann zusätzlich ein Westernblot durchgeführt
werden.
2.3.2 Entamoeba histolytica
Patientenauswahl: Patienten nach Aufenthalt in tropischen und subtropischen Gebieten mit
intestinalen Beschwerden (breiige Durchfälle mit blutig-schleimigen Auflagerungen); bei Verdacht auf
Leberabszess (Schmerzen im Oberbauch, Fieber und Leukozytose).
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: IFT
Befundinterpretation:
Bewertung: Grenzwert 50, positiv ≥100 (IFT-Titer)
Die Serologie ist vor allem zum Nachweis von Antikörpern bei der extraintestinalen Amöbiasis
indiziert. Nicht invasive Infektionen führen nur ausnahmsweise zur Bildung von Antikörpern; invasive
Infektionen, die sich auf den Darm beschränken, nur zu einem geringen Anteil (20-30%), während ein
extraintestinaler Befall fast immer mit hohen Antikörpertitern einhergeht.
Seite 217 von 281
2.3.3 Leishmania spp.
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf viszerale und mukokutane Leishmaniose
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: Blot
Befundinterpretation:
Bewertung: 1 oder 2 gut sichtbare spezifische Banden (P14 oder P16) sprechen für eine
Leishmaniose.
Bei der kutanen Form sind Antikörper meist nicht oder nur in niedrigen Konzentrationen nachweisbar.
Generalisierte Infektionen (viszerale und mukokutane Leishmaniose) führen dagegen zu einer
ausgeprägten Antikörper-Antwort (Ausnahme: Patienten mit Immunsuppression).
2.3.4 Schistosoma spp.
Patientenauswahl: Patienten nach Aufenthalt in Endemiegebieten und Exposition. Die Serologie hat
ihren Stellenwert insbesondere in der 3 Monate dauernden Präpatenz, solange noch keine Eier
ausgeschieden werden.
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: HAT
Befundinterpretation:
80-90% aller Fälle verlaufen serologisch positiv. HAT Titer ≥ 16 sind diagnostisch verwertbar.
Serumtiter von an Bilharziose erkrankten Patienten liegen zwischen 256 und 1024. Für die
Interpretation des serologischen Befundes muss die Anamnese, das klinische Bild und der positive
bzw. fehlende Nachweis von Schistosoma-Eiern im Stuhl bzw. Urin hinzugezogen werden.
Seite 218 von 281
2.3.5 Taenia solium
Patientenauswahl: Patienten mit einer oder mehreren cerebralen Zysten und neurologischer
Symptomatik sollten auf das Vorliegen einer Neurozystizerkose untersucht werden. Die Serologie ist
nicht geeignet zum Nachweis eines Darmbefalls mit dem adulten Schweinebandwurm!
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml, Liquor 1ml
Untersuchungsverfahren: Immunoblot (IgG)
Befundinterpretation:
Serum: 2 gut sichtbare spezifische Banden sprechen für Zystizerkose
Liquor: 1 gut sichtbare spezifische Bande spricht für Zystizerkose
Aufgrund häufig fehlender Antikörperproduktion insbesondere in Fällen mit singulären Zysten (30%
falsch negativ) spielt die serologische Laboratoriumsdiagnostik bei der Neurozystizerkose nur eine
untergeordnete Rolle. Computertomographie und NMR des ZNS sollten als diagnostische Verfahren
an erster Stelle stehen. Hilfreich bei der Diagnosestellung ist auch eine Weichteilaufnahme des
Oberschenkels zum Nachweis von Verkalkungen in Muskulatur und Bindegewebe. Die Serologie als
untergeordnetes diagnostisches Prinzip dient zur Bestätigung radiologischer Befunde und hat ihren
Platz bei unklaren radiologischen Befunden. Der intrathekale Antikörpernachweis hat einen sehr
hohen diagnostischen Stellenwert.
2.3.6 Toxocara canis
Patientenauswahl: Landwirtschaftlich tätige Personen, Hund-, Katzen,- Nutztierhalter und Personen
aus Entwicklungsländern sind auf das Vorliegen einer Toxokarose bei folgender klinischer
Symptomatik in Betracht zu ziehen: Fieber, respiratorische Symptome (Husten, Bronchitis,
asthmatische
Beschwerden),
viszerale
Erscheinungen
(Abdominalschmerz,
Hepatomegalie),
dermatologische Symptome (urtikarielle Hautveränderungen), ophthalmologische Symptome.
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: ELISA (IgG)
Befundinterpretation: 0,9 - 1,1 grenzwertig; > 1,1 positiv
Kreuzreaktionen mit Antikörpern, die gegen andere Nematoden gerichtet sind, treten nur in
begrenztem Maße auf, müssen aber differentialdiagnostisch abgegrenzt werden. Wegen der hohen
Antikörperprävalenz in der Bevölkerung müssen die Differentialdiagnosen unbedingt berücksichtigt
werden. Der Nachweis von Toxocara-spezifischen Antikörpern ohne klinische Symptomatik ist deshalb
auch keine Indikation für eine Therapie.
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2.3.7 Toxoplasma gondii
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf akute oder reaktivierte Toxoplasmose (Chorioretinitis,
Lymphadenopathie, Enzephalitis, Myokarditis); Verdacht auf pränatale Toxoplasma-Infektion (Mikrooder Hydrocephalus mit intrazerebralen Verkalkungen, Chorioretinitis, Hepatitis, Myokarditis).
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml, Liquor 1 ml
Untersuchungsverfahren: Enzyme-linked fluorescence assay (ELFA): Competition, IgG, IgM,
Aviditätsbestimmung; IgA-ELISA
Befundinterpretation:
Bewertung: Competition-ELFA (< 1,6 positiv, > 1,6 negativ); IgG-ELFA (< 4 U/ml negativ; ≥ 4 - 8 U/ml
grenzwertig; ≥ 8 U/ml positiv); IgM-ELFA (< 0,55 negativ; ≥ 0,55-0,65 grenzwertig; ≥ 0, 65 positiv);
Aviditätsbestimmung (< 0,2 niedrige Avidität; 0,2-0,3 grenzwertige Avidität; > 0,3 hohe Avidität). IgA
positiv > 5,0 AU/ml.
Die angegebenen Untersuchungsverfahren werden im Sinne einer Stufendiagnostik durchgeführt. Der
Competition-ELFA dient als Suchtest für alle Antikörperklassen. Ist dieser Suchtest negativ, kann
serologisch beim Immunkompetenten eine Toxoplasmose ausgeschlossen werden. Bei positivem
Testresultat kommt als weiteres quantitatives Verfahren der IgG-ELFA und IgM-ELFA zur Anwendung.
Bei positivem IgM wird die Aviditätsbestimmung von IgG-Antikörpern zur Differenzierung zwischen
einer akuten Toxoplasmose und Erregerpersistenz durchgeführt, da im Laufe der Infektion die Avidität
der Antikörper zunimmt.
Bei der akuten Toxoplasmose sind bei Immunkompetenten in der Regel hohe IgM-, IgA- und IgGAntikörper mit im Verlauf der Infektion zunehmender Avidität nachweisbar. Es etabliert sich später ein
Latenzstadium mit Persistenz des Erregers (niedriges IgG, fehlendes IgM, hohe Avidität).
Eine Primärinfektion in der Schwangerschaft kann zu Fruchtschäden führen. Erbringt die Serologie in
der Schwangerschaft ein negatives Ergebnis im Competition-, IgG- und IgM-ELFA, wird empfohlen,
die Untersuchung alle 8 Wochen zu wiederholen. Die pränatale Infektion ist serologisch beim
Neugeborenen durch das Vorhandensein von IgG-, IgM- und IgA-Antikörpern mit niedriger Avidität
charakterisiert.
Bei immunsupprimierten Personen können Reaktivierungen auftreten. Dabei sind IgG-Antikörper meist
vorhanden und hochtitrig; IgM-Antikörper fehlen in der Regel. IgA-Antikörper sind meist deutlich
erhöht, können aber fehlen. Die Avidität der Antikörper ist hoch.
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2.3.8 Trichinella spiralis
Patientenauswahl: Patienten mit Fieber, Myositis, Bluteosinophilie, Gesichtsödem, rheumatischen
Beschwerden (bei chronischen Verläufen). Häufig wird über den Genuss von rohem oder
unzureichend gegartem Schweinefleisch im Ausland berichtet. In Deutschland kam es wiederholt zu
Ausbrüchen durch Verzehr nicht untersuchten Fleisches von Wildschweinen.
Untersuchungsmaterial: Serum 3 ml
Untersuchungsverfahren: ELISA (IgG)
Befundinterpretation:
Spezifische Antikörper lassen sich meist erst ab der 3.-6. Krankheitswoche sicher nachweisen.
Antikörper können jahrzehntelang nachweisbar bleiben. Indexwerte 0,9-1,1 grenzwertig; >1,1 positiv.
2.3.9 Mycobacterium tuberculosis
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf latente Tuberkulose vor dem Eintritt einer
Immunsuppression, Patienten mit Verdacht auf akute Tuberkulose, Patienten nach Kontakt mit einem
tuberkuloseinfizierten Patienten.
Untersuchungsmaterial: Vollblut in Lithium-Heparin-Blutentnahmeröhrchen
Erwachsene und Kinder über 2 Jahre: 6 ml
Kinder bis zu 2 Jahren: 2 ml
Untersuchungsverfahren: ELISPOT (Tb-SPOT, Oxford Immunotec)
Befundinterpretation:
Bewertung:
positiv > 7 Spots
Graubereich 5-7 Spots
negativ < 5 Spots
Sensitivität: >94%, Spezifität 96-100%
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3 HYGIENE
Leistungskatalog
Hinweise für den Einsender
- Dienstzeiten im Labor
- Probentransport
- Terminabsprache
- Reklamationen
Angaben auf dem Probenbegleitschein
Krankenhaushygiene
- Hygiene-Überprüfung von Endoskopen
- Umgebungsuntersuchungen (Abklatsch-(RODAC)-Platten, Abstrichtupfer)
- Lufthygienische Untersuchung
- Biologische Überprüfung der Sterilisatoren
- Überprüfung von Reinigungs- und Desinfektions-Geräten
- Überprüfung von Desinfektionsgeräten mittels Bioindikatoren
- Überprüfung von Dialysierflüssigkeiten
- Untersuchung von Desinfektionsmittelproben aus Desinfektionsmitteldosieranlagen auf
Nasskeime, P. aeruginosa und andere Keime
- Untersuchung von Wasser aus Zahnarzteinheiten
- Untersuchung von Trinkbrunnen in der Patientenversorgung
Untersuchungen nach Europäischem Arzneibuch (EuAB)
- Sterilitätsprüfung
- Untersuchung von Aqua purificata
- Prüfung auf mikrobielle Verunreinigung bei nicht sterilen Naturprodukten oder Arzneimitteln
Wasserhygiene
- Untersuchung von Trinkwasser nach der Trinkwasserverordnung vom 21.05.2001
- Untersuchung von Schwimm- und Badebeckenwasser nach DIN 19643/1
- Nachweis von Legionellen aus wasserführenden Systemen nach DIN 11731 Teil 2
- Untersuchung von Kühlturmwasser
Lebensmittelhygiene
- Untersuchung von Kakao, Schokolade, Zuckerwaren und Rohmassen auf Salmonellen
Sterilitätsuntersuchungen
- Blut und Blutkomponenten
- Parenteralia
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Hinweise für den Einsender
Dienstzeiten im Labor
Montag - Freitag
08:00 – 16:30 Uhr
Materialannahme nach telefonischer Rücksprache mit dem Hygiene-Labor
Probentransport
Grundsätzlich sollte der Transport so schnell wie möglich erfolgen. Ist dies nicht möglich, ist
auf die richtige Lagerung des Untersuchungsmaterials zu achten.
Der Probenversand sollte in sterilen Gefäßen erfolgen, die auf Wunsch von uns zur
Verfügung gestellt werden können. Bei Versand von Agarplatten, auf denen bereits
Koloniewachstum zu beobachten ist, ist die Bestimmung nach UN 3373 zu beachten.
Treten Sie bitte vorab mit dem Hygiene-Labor (0931/201 469 43) in Kontakt.
Terminabsprache für Probennahme
Um Ihre Aufträge zeitnah bearbeiten zu können, bitten wir um rechtzeitige Terminabsprache,
Angaben über den Materialumfang und Ankündigung des Probeneingangs.
Reklamationen
Um Zufriedenheit unserer Kunden sind wir stets bemüht. Sollte dennoch etwas nicht nach
Ihren Vorstellungen erledigt worden sein, bitten wir Sie, es unserer QM-Beauftragten
mitzuteilen.
(Frau Keller 0931/201 469 37, [email protected])
Angaben auf dem Probenbegleitschein
Für das Hygiene-Labor stehen grüne Probenbegleitscheine zur Verfügung.
Bitte füllen Sie den Schein sorgfältig und vollständig aus!
Einsender
- Adresse
- Telefonnummer, Ansprechpartner
Material
Kreuzen Sie bitte das zu untersuchende Material an oder ergänzen Sie ggf. die
Platzhalter......
Seite 223 von 281
Bei den mit * gekennzeichneten Materialarten tragen Sie bitte ggf. ergänzende Angaben zur
Herkunft auf der Rückseite „Probenbezeichnung“ Tabelle 1 ein.
Zur Untersuchung von Wasser füllen Sie bitte auf der Rückseite Tabelle 2 aus.
Zur Untersuchung von Reinigungs-Desinfektionsgeräten füllen Sie bitte auf der Rückseite
Tabelle 3 aus.
Bitte notieren Sie auf der Rückseite im unteren Feld „Datum der Probennahme“ und den
„Namen des Probennehmers“.
Untersuchungsparameter
Bitte kreuzen Sie die gewünschte Untersuchung an. Es sind mehrere Markierungen möglich.
Ist für seltene Anforderungen kein Markierungsfeld verfügbar, notieren sie nach Absprache
mit uns die gewünschte Untersuchung bitte im Feld „Zusatzinformationen“.
Datum und Unterschrift auf der 1. Seite unten links bitte nicht vergessen!
Krankenhaushygiene
Hygiene-Überprüfung von Endoskopen
Anforderung
1) nach RKI-Richtlinie
Zur Sicherstellung der Hygienequalität bei der Durchführung von Endoskopien werden
¼-jährliche Kontrollen (gemäß der RKI-Richtlinie „Anforderungen an die Hygiene bei der
Aufbereitung flexibler Endoskope und endoskopischen Zusatzinstrumentariums“
Bundesgesundheitsblatt 2002. 45, 395-411) und Stichproben im Rahmen der krankenhaushygienischen Untersuchungen und auch bei Verdacht auf Infektionen durchgeführt.
Beschreibung der Untersuchung gemäß der RKI-Richtlinie (s. o.):
Abstrich
Am Distalende bei allen Endoskopen (Duodenoskope: Nische beidseits des Albaranhebels)
Optik-Spülsystem
Spülprobe 20 ml steriles NaCl 0,9% aus Flasche durch Anschlussschlauch entnommen in
neutralisierende Nährlösung laufen lassen.
Instrumentierkanal
Spülprobe 20 ml steriles NaCl 0,9% vom Kanaleingang zum Distalende in neutralisierende
Nährlösung laufen lassen.
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Luft/Wasser-Kanal
Spülprobe 20 ml steriles NaCl 0,9% aus Optikspülsystem in neutralisierende Nährlösung
laufen lassen.
2) Untersuchung im Rahmen der QSHE (KVB)
Die Überprüfung im Rahmen der Qualitätssicherung Hygiene in der Endoskopie erfolgt
einmal pro Kalenderhalbjahr nach den Qualitätssicherungsvorgaben der Kassenärztlichen
Vereinigung Bayerns (KVB). Die korrekte Probenentnahme darf nur von akkreditierten und
von der KV anerkannten Laboratorien, zu denen das IHM gehört, durchgeführt werden.
Hinweise zur Probennahme
Im Rahmen der QSHE erfolgt die Probennahme nach Terminabsprache (0931/201 469 43)
durch Mitarbeiter des IHM.
Transport
Die Proben sollten innerhalb von 4 h nach der Probennahme im Labor eintreffen.
Bei Kühlung z. B. in Behältern aus Styropor mit Kühlelementen (Kühlpacks), wird eine
Anlieferung innerhalb von 8 h akzeptiert.
Befundung/Beurteilung
Beurteilung erfolgt gemäß der RKI-Richtlinie und den Vorgaben der KVB.
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Umgebungsuntersuchungen
Abklatschuntersuchungen von Flächen / Händen
Anforderung
Quantitative Umgebungsuntersuchung von glatten Arbeitsflächen, Gegenständen und
Körperoberflächen mittels RODAC (= replicate organism detection and counting) und als
Eigenkontrolle von aseptischen Arbeitsverfahren (z.B. Reinraum) durch Händeabklatsch auf
Columbia Blutagar.
Anwendungen:
1. Nachweis von nosokomialen Infektionserregern in der unbelebten Umgebung
2. Hygiene-Monitoring von Reinräumen
3. Überprüfung von Reinigungs-, Desinfektions- und Sterilisationsmaßnahmen
Routinemäßig werden RODAC-Platten (21 cm²) zum Abklatsch von Flächen benutzt:
1. Casoagar (CTTS)
2. Caso enthemmend (TSA Contact + LTH-RT (Fa. Heipha)) zum Nachweis auf
desinfizierten Flächen
3. Nährboden zur Anzüchtung von Schimmelpilzen und Hefen (CTS)
Für besondere Fragestellungen stehen weitere Nährmedien zur Verfügung.
Abklatschuntersuchungen von Händen: Columbia Blutagar
Hinweise zur Probennahme
Die Planung und Durchführung vor Ort erfolgt in der Regel durch Hygienefachkräfte bzw.
durch die anfordernde Einrichtung in Anlehnung an die Vorgaben des QMS der Einsender.
Die RODAC bzw. Columbia-Blutagar-Platten werden vom IHM zur Verfügung gestellt.
Der Probenbegleitschein sollte Angaben über die nachzuweisenden Bakterien oder Pilzarten
enthalten.
Durchführung Abklatsch:
Die RODAC-Platten werden für circa 3 Sekunden auf den zu untersuchenden Gegenstand
schräg aufgesetzt und unter gleichmäßigem leichten Druck abgerollt.
Beachte: Platte nicht verschieben, sonst wird der Agar beschädigt.
Durchführung Händeabklatsch:
Jeder Finger rechts und links wird vorsichtig und mit leichtem Druck auf Columbia-BlutagarPlatte gedrückt. Es wird pro Hand eine Agarplatte verwendet.
Die Beschriftung (Nummerierung) der Platten darf nur auf der Bodenseite, nicht aber auf
dem Deckel der Petrischale erfolgen, um spätere Verwechslungen bzw. Vertauschungen
auszuschließen.
Transport:
Die Proben sollten möglichst am selben Tag im Labor eintreffen und in geschützten
Behältnissen bei Umgebungstemperatur transportiert werden.
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Gegebenenfalls ist eine Lagerung im Kühlschrank und der Versand über 24 h möglich.
Bei Versand von Agarplatten, auf denen bereits Koloniewachstum zu beobachten ist, ist die
Bestimmung nach UN 3373 zu beachten.
Befundung/ Beurteilung
Die Ergebnisse eines Abklatschtestes werden als koloniebildende Einheiten pro Fläche, ggf.
mit Keimdifferenzierung, mitgeteilt.
Die Bewertung erfolgt durch den Einsender nach eigenen Vorgaben.
Untersuchung von Abstrichtupfern
Anforderung
Umgebungsuntersuchung von englumigem oder nicht-ebenem Material zum Nachweis der
Keimbelastung oder von speziellen Keimen.
Hinweise zur Probennahme
Die Durchführung vor Ort erfolgt durch geschultes Personal bzw. Hygienefachkräfte.
Es sollten generell Abstrichtupfer mit Transportmedien verwendet werden.
Die Probennahmestellen werden entsprechend der Fragestellung gewählt.
Durchführung:
Der angefeuchtete Abstrichtupfer (z.B. mit steriler NaCl 0,9%-Lösung) wird gleichmäßig
unter Rollbewegungen über die zu untersuchende Probestelle bewegt.
Transport:
Die Proben sollten möglichst am selben Tag im Labor eintreffen.
Gegebenenfalls ist eine Lagerung im Kühlschrank und der Versand über 24 h möglich.
Befundung/ Beurteilung
Die Bewertung erfolgt durch den Einsender nach eigenen Vorgaben.
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Lufthygienische Untersuchung
Keimzahlbestimmung der Luft
Anforderung
Mikrobiologische Raumluftuntersuchungen dienen dazu, eine möglicherweise gesundheitsschädliche Belastung durch Mikroorganismen (z.B. Schimmelpilze) zu erkennen. Des
weiteren ist die periodische mikrobiologische Überprüfung von RLT-Anlagen Teil der
Qualitätssicherung in Eingriffsräumen mit erhöhten Anforderungen an die Raumluft.
Impaktionsverfahren mittels Luftkeimsammler
Zur Überprüfung der Luftkeimzahlwerte/m3 und der Funktionsfähigkeit von raumlufttechnischen Anlagen (RLT).
Luftgetragene Mikroorganismen werden durch Ansaugen von 500-1000 Litern Luft auf eine
Agarplatte abgeschieden und quantitativ in KBE/m3 angegeben.
Sedimentationsverfahren
Luftkeime sedimentieren in definierter Zeit (1h - 4h) auf Agarplatten.
Zur orientierenden Routinekontrolle in Räumen mit besonderer Infektionsgefährdung
(Intensivstationen).
Hinweise zur Probennahme
Die Anzahl der Proben und die Festlegung der Probennahmestellen richten sich nach
normativen Verfassungen (DIN, VDI) und nach der Fragestellung und der Größe der Räume.
Bei Untersuchungen der Schimmelpilzbelastung in Innenräumen ist unbedingt zeitgleich
auch eine Außenluftprobe zu nehmen.
Je nach Einsatzbereich ist es wichtig, dass die zu beprobenden Räume vor und während der
Messung nicht von anderen Personen betreten werden. Ggf. ist vor der Messung eine
Scheuer-Wisch-Desinfektion des Raumes durchzuführen.
Vor allem bei Schimmelpilzuntersuchungen müssen bestimmte Vorbedingungen
(z.B. Entfernen von Topfpflanzen und organischen Materialien; Fenster und Türen über
Nacht geschlossen halten) erfüllt sein, um die ermittelten Werte richtig beurteilen zu können.
Die Durchführung vor Ort erfolgt durch Hygienefachkräfte bzw. geschultes Personal.
Transport:
Die Proben sollten möglichst am selben Tag im Labor eintreffen und in geschützten
Behältnissen bei Umgebungstemperatur transportiert werden.
Bei Versand von Agarplatten, auf denen bereits Koloniewachstum zu beobachten ist, ist die
Bestimmung nach UN 3373 zu beachten.
Befundung/Beurteilung
Zur Befundbeurteilung sind unbedingt die Zeit- bzw. Volumen-Angaben auf dem
Probenbegleitschein erforderlich.
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Je nach räumlicher Anforderung dürfen Grenz- und Richtwerte nicht überschritten werden.
Erreger nosokomialer Infektionen dürfen nicht nachweisbar sein. Bei Untersuchung der
Innenraumluft erfolgt nach Absprache mit dem Einsender eine orientierende
Schimmelpilzdifferenzierung.
Biologische Überprüfung von Sterilisatoren
Anforderung
Mikrobiologische Überprüfung von nicht validierten Heißluftsterilisatoren,
Dampfsterilisatoren, Gassterilisatoren und Chemiklaven vor Inbetriebnahme, nach
Reparaturen, in der Routine mindestens halbjährlich bzw. alle 400 Chargen. Grundsätzlich
sind alle genutzten Programme der einzelnen Geräte zu testen.
Bei den Bioindikatoren handelt es sich um geschlossene verpackte Teststreifen mit
thermoresistenten, apathogenen Bakteriensporen, bei deren Abtötung von einer
ausreichenden Funktion des Sterilisators ausgegangen werden kann.
Die Funktionstestung von Sterilisatoren, in welchen Flüssigkeiten sterilisiert werden, erfolgt
mit Bioindikatoren bestehend aus Ampullen mit Sporensuspension von Geobacillus
stearothermophilus.
Diese werden einem flüssigkeitsgefüllten Testgefäß zugegeben und mitsterilisiert.
Für die Überprüfung von Gassterilisatoren sind spezielle Prüfkörper (Rezeptakel) notwendig.
Diese Prüfkörper werden vom Labor zur Verfügung gestellt, eine Absprache ist erforderlich.
Wichtige Angaben für die Bestellung von Bioindikatoren
- Geräteart
- Angabe über die Kammergröße oder die Bioindikatormenge (s. u.)
- Angabe über die Anzahl der zu testenden Programme
- Gerätenummer
Bestellung:
Telefonisch: 0931/ 201 469 43 oder Fax: 0931/ 201 464 45 oder schriftlich:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
der Universität Würzburg
Hygiene-Labor
Josef-Schneider-Str. 2/ Gebäude E 1
97080 Würzburg
Auf Wunsch ist es möglich, die Bioindikatoren in halbjährlichen Abständen automatisch
zuzusenden.
Bei der ersten Geräteerfassung wird im Labor eine Gerätespezifische „Registriernummer
(is-…) vergeben, die bei Folgebestellungen angegeben werden sollte.
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Geräte:
genormte Bioindikatoren mit ausgewählten
Testkeimen:
Dampfautoklav :
Geobacillus stearothermophilus
Dampfsterilisation von Flüssigkeiten:
Geobacillus stearothermophilus
Heißluftsterilisator:
Bacillus subtilis
Ethyhlenoxid-Sterilisator:
Bacillus atrophaeus
Formaldehyd-Sterilisator:
Geobacillus stearothermophilus
Chemiklav:
Bacillus subtilis
(da keine Norm vorhanden, angelehnt an DIN 58949,
Plasmasterilisator)
Die Anzahl der Bioindikatoren richtet sich nach dem Volumen der Sterilisierkammer:
Gerät
Dampf-Klein-Steri
Liter
<1
1-5
>5
Dampfsterilisator
0-54
55-216
217-430
431-648
> 648
Heißluftsterilisator
bis 6
6-30
30-60
60-250
FO-/Chemiklav
bis 60
60-150
(Quelle: nach DIN 58949)
Anzahl der Bioindikatoren je Programm
+ eine Transportkontrolle
1+1
3+1
5+1
4+1
8+1
10 + 1
16 + 1
22 + 1
3+1
6+1
9+1
12 + 1
5+1
10 + 1
Durchführung der Prüfung mit Bioindikatoren:
• äußere Verpackung (Folie) des Bioindikators nicht aufreißen
• zur Angabe der Lokalisation im Gerät die Bioindikatoren nummerieren und die
Lokalisation auf dem Begleitschein beschreiben
• Transportkontrolle wird nicht mitsterilisiert
• auf gleichmäßige Verteilung der Bioindikatoren (pyramidenförmig) im Innenraum des
Sterilisators achten
• Prüfung unter maximaler Beladung durchführen
• Sterilisation durchführen
• nach Beendigung des Sterilisationsprozesses, Bioindikatoren entnehmen
(äußere Verpackung kann mit der Hand angefasst werden)
• Rücksendung der trockenen Bioindikatoren einschließlich Positivkontrolle und
Prüfbericht
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Befundung/Beurteilung
Wird der Testkeim im Anreicherungsverfahren nach 7-tägiger Bebrütung nicht
nachgewiesen, gibt es keinen Hinweis auf unzureichende Funktion des Programms.
Überprüfung von Reinigungs- und Desinfektions-Geräten (RDG)
1) Überprüfung mittels Prüfkörpern nach pr DIN EN ISO 15833-1
Anforderung
Die Wiederaufbereitung von semikritischen und kritischen Medizinprodukten beinhaltet die
maschinelle Reinigung und Desinfektion. Vorzugsweise ist diese mit validierten Geräten
durchzuführen. Ist eine Validierung nicht möglich, stellt die biologische Überprüfung der
Reinigungsdesinfektionsleistung einen Baustein der Sicherstellung einer einwandfreien
Funktion dar.
Es kommen mit Blut-RAMS-Kombination (Rinderalbumin, Mucin, Maisstärke-Schafsblut)
angeschmutzte Prüfkörper (Schrauben, Schläuche, Edelstahlplättchen) zum Einsatz, die mit
bestimmten Keimmengen von Enterococcus faecium kontaminiert sind. Die
Reinigungsdesinfektions-leistung wird als erreicht angesehen, wenn bei einer Prüfung die
Abtötung der jeweiligen log-Stufe erfüllt wurde (siehe Befundung).
Die Auswahl der Keimträger sowie die Anzahl der Prüfkörper muss auf das mit dem
jeweiligen Programm aufzubereitende Dekontaminationsgut abgestimmt werden. Es kann
daher erforderlich sein, mehrere Prüfsets einzusetzen. Die Anforderungen an die
Dekontaminationsleistung unterscheidet sind in Abhängigkeit vom geforderten A0-Wert.
Verschiedene Prüfsets können im Hygienelabor (Tel. 0931/201 469 43) angefordert werden:
Da wir die Prüfkörper über die Firma Hygiene Nord GmbH und Simicon GmbH beziehen,
bitten wir Sie, an eine rechtzeitige Anforderung zu denken.
•
•
•
•
Edelstahlplättchen, kontaminiert mit Schafsblut-RAMS-Kombination und
Enterococcus faecium 105
Schrauben, kontaminiert mit Schafsblut und Enterococcus faecium 108
Schrauben, kontaminiert mit Schafsblut und Enterococcus faecium 105
Schlauchabschnitte, kontaminiert mit Schafsblut und Enterococcus faecium 107
Bitte beachten Sie beim Einsatz der Prüfkörper folgende Aspekte:
Die Prüfung darf nur von fachkundigem Personal durchgeführt werden.
Die Prüfkörper sind mit dem Prüforganismus und einer spezifischen organischen Belastung
angeschmutzt. Es handelt sich bei diesen Prüfkörpern um so genannte offene Prüfkörper.
Dies bedeutet, dass im Rahmen der Anwendung dieser Prüfkörper eine Kontamination der
Maschine oder auch des Spülgutes nicht ausgeschlossen werden kann.
Durchführung der Prüfung:
Die Bestückung der Geräte erfolgt nach der Ausführung der Loseblattsammlung
Behr´s Verlag 2008 "Qualitätssicherung von Reinigungs- und Desinfektionsprozessen /
Qualitätssicherung von Reinigung, Desinfektion und technischer Hygiene" herausgegeben
von S. Krüger, M. Linner und R. Zschaler.
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Die Schrauben sind in Siebe für chirurgische Kleinteile zu geben, damit sie nicht während
des Spülgangs im Gerät herumgewirbelt werden und das Gerät oder andere Instrumente
möglicherweise beschädigen.
Die Schlauchstücke zur Überprüfung von Reinigungs-Desinfektions-Programmen für
Anästhesie-Zubehör sind auf die entsprechenden Ansatzstücke zur Durchspülung von
Hohlkörpern (z.B. Beatmungsschläuche) zu stecken.
Die Edelstahlplättchen können auf den vom Hygiene-Labor zur Verfügung gestellten
Kunststoffhalterungen fixiert werden. Diese wiederum werden mit Kabelschnellverbindern im
RDG in Position gebracht werden. Die Kontaminationsflächen zeigen nach außen.
Die Transportkontrolle darf dem Reinigungs-Desinfektions-Prozess nicht ausgesetzt werden
und wird lediglich in ein steriles Röhrchen umverpackt.
Bei der Entnahme der einzelnen Prüfkörper ist sorgfältig darauf zu achten, dass es nicht zu
einer Kontamination der später entnommenen Prüfkörper kommt. Es wird empfohlen,
Schutzhandschuhe zu tragen, die nach jedem Kontakt von Prüfkörper zu Prüfkörper
desinfiziert werden; zusätzlich ist ggf. die Verwendung steriler Pinzetten (Bei Entnahme der
Schrauben und Schlauchstücke!) erforderlich.
Visuelle Prüfung der optischen Sauberkeit
Nach der Reinigung im RDG ist bei den Prüfkörpern eine Sichtprüfung vorzunehmen.
Der Grad der optischen Sauberkeit wird entsprechend den Vorgaben auf der Rückseite des
Probenbegleitscheines (Tabelle 3, Beurteilung der Reinigungsleistung) vermerkt.
Der Probenbegleitschein muss vollständig ausgefüllt sein. Bitte die Rückseite nicht
vergessen (Tabelle 3, Beurteilung der Reinigungsleistung).
Bei der ersten Geräteerfassung wird im Labor eine gerätespezifische „Registriernummer
(id-…)“ Vergeben, die bei Folgebestellungen angegeben werden sollte.
Befundung/Beurteilung
Die Reinigungswirkung des RDG ist als ausreichend zu betrachten, wenn der Prüfkörper
keine sichtbaren Rückstände der Anschmutzungssubstanz auf den Außenseiten aufweist
und eine Reduktion des aufgetragenen Keimes stattgefunden hat:
A0-Wert von 600: Reduktion von 5 log-Stufen bei Enterococcus faecium
A0-Wert von 3000: Enterococcus faecium darf bei einer Ausgangskeimzahl von 108 nicht
nachgewiesen werden
Die Reinigungs- und Desinfektionskontrolle mittels angeschmutzter Prüfkörper kommt bei
nicht validierten RDG zum Einsatz. Sie wird komplementiert durch weitreichende
Qualitätssicherungsmaßnahmen (periodische Temperaturkontrolle, Reinigungskontrolle,
Wasserzustandskontrolle, Dosierkontrolle). Da pro Programm und RDG eine große Zahl von
Prüfkörpern zum Einsatz kommt, hält das IHM ein quantitatives Auswertungsverfahren durch
Verdünnungsreihen für unwirtschaftlich. Es werden daher in der Regel bei A0 600 Prüfkörper
mit Belastung von 105, bei A0 3000 Prüfkörper mit 10 8 Keimen verwendet. Sollte die
Auswertung über eine Verdünnungsreihe gewünscht werden, bittet das IHM um Mitteilung.
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Überprüfung von Desinfektionsgeräten mittels Bioindikatoren
Dampfdesinfektion
Anforderung
Biologische Überprüfung der Funktionstüchtigkeit von Desinfektionsgeräten mittels
Bioindikatoren.
Grundsätzlich sind alle genutzten Programme der einzelnen Geräte entsprechend der
Gerätegröße mit der jeweils erforderlichen Anzahl an Bioindikatoren zu testen.
Bei den Bioindikatoren handelt es sich um geschlossene verpackte Teststreifen mit
thermoresistenten Testkeimen, bei deren Abtötung von einer ausreichenden Funktion des
Sterilisators ausgegangen werden kann.
Bestellung:
Telefonisch: 0931/ 201 469 43 oder Fax: 0931/ 201 464 45 oder schriftlich:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
der Universität Würzburg
Hygiene-Labor
Josef-Schneider-Str. 2/ Gebäude E 1
97080 Würzburg
Auf Wunsch ist es möglich, die Bioindikatoren in automatischen Abständen zuzusenden.
Geräte
genormte Bioindikatoren mit
ausgewählten Testkeimen:
Dampfdesinfektionsanlagen 105°C
Dampfdesinfektionsanlagen 75°C
Bacillus subtilis
Enterococcus faecium
Die Anzahl der Bioindikatoren richtet sich der Größe und dem Fassungsvermögen der zu
testenden Anlage.
Durchführung der Prüfung mit Bioindikatoren:
•
•
•
•
•
•
•
•
äußere Verpackung (Folie) des Bioindikators nicht aufreißen
Zur Angabe der Lokalisation im Gerät die Bioindikatoren numerieren und die
Lokalisation auf dem Begleitschein beschreiben
Transportkontrolle wird nicht dem Desinfektionsprogramm ausgesetzt
auf gleichmäßige Verteilung der Bioindikatoren im Innenraum achten
Prüfung unter maximaler Beladung durchführen
Desinfektionsprogramm durchführen
nach Beendigung des Programms Bioindikatoren entnehmen
(äußere Verpackung kann mit der Hand angefasst werden)
Rücksendung der trockenen Bioindikatoren einschließlich Positivkontrolle und
Prüfbericht
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Befundung/Beurteilung
Wird der Testkeim nicht mehr nachgewiesen, gibt es keinen Hinweis auf unzureichende
Funktion des Programms.
Für Harvey-Chemiklaven gibt es kein offizielles Prüfverfahren. Es wird mit Sporen von B.
subtilis geprüft.
Chemisch-thermische Desinfektionsverfahren
Anforderung
Kontrolluntersuchung von Desinfektionsverfahren z.B. Endoskopwaschautomaten,
Wäschedesinfektion, Bettgestelldesinfektionsanlagen, OP-Schuhreinigungsautomaten.
1) Überprüfung mittels Des-Controller (Firma Meducomp GmbH)
Hierfür werden geschlossene Keimträger der Fa. Meducomp verwendet. Der Testkeim
(Enterococcus faecium + Blut) ist von einer thermisch, mechanisch und chemisch stabilen
und dennoch flexiblen Membran umhüllt.
Die Anzahl der DES-Control-Streifen richtet sich nach der Größe des Gerätes.
Bestellung:
Telefonisch: 0931/ 201 469 43 oder Fax: 0931/ 201 464 45 oder schriftlich:
Institut für Hygiene und Mikrobiologie
der Universität Würzburg
Hygiene-Labor
Josef-Schneider-Str. 2/ Gebäude E 1
97080 Würzburg
Bei der ersten Geräteerfassung wird im Labor eine Gerätespezifische „Registriernummer
(id-…) vergeben, die bei Folgebestellungen angegeben werden sollte.
Durchführung der Prüfung:
•
•
•
•
•
Die Chargen-Nr. des jeweiligen verwendeten „Des-Controllers“ auf dem Prüfprotokoll
vermerken
Transportkontrolle bleibt unbehandelt (Chargen-Nr. vermerken)
In dem zu prüfenden Desinfektions-Gerät fixieren (so, dass er nicht weggespült
werden kann)
Nach Beendigung des Desinfektions-Programms den Indikator unter Leitungswasser
abspülen und zwischen Zellstoff trocknen
Rücksendung der trockenen Bioindikatoren einschließlich Positivkontrolle und
Prüfbericht
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Befundung/ Beurteilung
Wird der Testkeim nicht mehr nachgewiesen, gibt es keinen Hinweis auf unzureichende
Funktion des Programms. Die Reinigungsleistung kann nicht beurteilt werden.
Das Prüfverfahren ist nicht durch gültige Normen geregelt.
2) Überprüfung mittels Prüfkörpern nach pr DIN EN ISO 15833-1
(siehe Überprüfung von Reinigungs- und Desinfektions-Geräten (RDG)
Untersuchung von Dialysierflüssigkeiten
Anforderung
Flüssigkeiten, die bei der Hämodialyse verwendet werden, sind bei Herstellung, Lagerung
und Zuleitung zum Dialysegerät verschiedenen Kontaminationsmöglichkeiten ausgesetzt.
Die mikrobiologische Qualität wird mindestens 2 Mal jährlich als Routinekontrolle, nach
Eingriffen am Leitungssystem oder zur Aufklärung unklarer Infektionen oder fieberhafter
Reaktion von Dialysepatienten kontrolliert.
Analyt
Permeat aus Ringleitung und Dialysierflüssigkeit
- Bestimmung der Koloniezahl 22°C/ 36°C (DIN 6222)
- Nachweis von Pseudomonas aeruginosa in 100 ml (ISO 16266)
- Nachweis von E.coli/Coliformen in 100 ml (ISO 9308-1)
Konzentrat, Substitutionslösung:
- Sterilitätsprüfung (gemäß Europäischem Arzneibuch)
Hinweise zu Probennahme:
Die Probennahme sollte nur durch qualifizierte Probennehmer (z.B. Hygienefachpersonal)
unter aseptischen Bedingungen durchgeführt werden.
Die Proben dürfen nur in sterile Gefäße entnommen werden.
Transport
Die Proben sollten gekühlt bei 5 ± 3 °C und lichtgeschützt, z. B. in Behältern aus Styropor mit
Kühlelementen (Kühlpacks), transportiert werden und innerhalb von 8 h im Labor eintreffen.
Probenmindestmenge: 250 ml
Ein Endotoxinnachweis wird am IHM nicht durchgeführt.
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Befundung/Beurteilung
Die Ergebnisse werden nach dem Dialysestandard 2006 (der Deutschen
Arbeitsgemeinschaft für klinische Nephrologie e.V. in Zusammenarbeit mit dem Verband
Deutscher Nierenzentren der DDnÄ e.V. sowie der Gesellschaft für Pädiatrische Nephrologie
(GPN)) beurteilt.
Untersuchung von Desinfektionsmittelproben aus
Desinfektionsmitteldosieranlagen auf Nasskeime und
andere Keime
Anforderung
Primär oder sekundär resistenten Erregern gelingt es unter bestimmten Voraussetzungen,
auch in Desinfektionsmittellösungen zu überdauern und sich sogar zu vermehren. Deshalb
ist die regelmäßige Kontrolle von Desinfektionsmittelmischanlagen wichtiger Bestandteil der
Qualitätssicherung in medizinischen Einrichtungen.
Beachte:
Durch die Wirkung des jeweiligen Desinfektionsmittels sind die vorhandenen Keime mit
üblichen Methoden kaum anzüchtbar. Der Wirkstoffeffekt des Desinfektionsmittels muss
deshalb mit einer Inaktivierungslösung unterbunden werden.
Probennahme
Sterile Glasflaschen, in denen die nötige Inaktivierungslösung (100 ml) vorgelegt wurde,
erhalten sie nach Terminabsprache im Hygiene-Labor (0931/201 469 43). Bitte rechtzeitig
anfordern, da die Inaktivierungslösung immer frisch hergestellt werden muss.
Die Probennahme sollte nur durch qualifizierte Probennehmer (z.B. Hygienefachpersonal)
und unter aseptischen Bedingungen durchgeführt werden.
Transport
Die Probe sollte mit Inaktivierungslösung bei Umgebungstemperatur innerhalb von 24 h im
Labor eintreffen.
Mindestprobenmenge
Pro Dosieranlage werden 100 ml entnommen und direkt in die dafür vorgesehene
Glasflasche mit Inaktivierungslösung gefüllt.
Befundung/Bewertung
Kein Nachweis von vegetativen Keimen.
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Untersuchung von Wasser aus Zahnarzteinheiten
Anforderung
Die mikrobiologische Untersuchung von Zahnstühlen ist Gegenstand der RKI Richtlinie
„Infektionsprävention in der Zahnheilkunde von 2006“. Danach sollte eine jährliche
Untersuchung der Gesamtkeimzahl pro Zahnarztstuhl und eine Untersuchung auf
Legionellen pro Versorgungseinheit durchgeführt werden.
Zusätzlich sollte ein P. aeruginosa-Nachweis pro Zahnarztstuhl bei Behandlung von
immunsupprimierten Patienten durchgeführt werden.
Analyt
Koloniezahl/ml 36°C nach DIN 6222
Legionellen in 1ml
P. aeruginosa in 1ml (bei Behandlung von immunsupprimierten Patienten)
Mindestprobenmenge: ca. 10 ml pro Entnahmestelle
Hinweis zur Probennahme
Die möglichst sterile Probennahme erfolgt durch eingewiesene Zahnarzthelferinnen/-helfer
oder anderes Personal.
Nach Ablaufen des Wassers über einen Zeitraum von 20 sec. wird die Probe am Mundglasfüller entnommen.
Der Probenbegleitschein muss vollständig ausgefüllt sein.
Sterile Probengefäße können nach Absprache mit dem Hygiene-Labor (0931/201 469 43)
zur Verfügung gestellt werden.
Transport
Die Proben sollten gekühlt bei 5 ± 3 °C und lichtgeschützt z. B. in Behältern aus Styropor mit
Kühlelementen (Kühlpacks), transportiert werden und innerhalb von 8 h im Labor eintreffen.
Befundung/Beurteilung
Die Ergebnisse werden entsprechend den Grenz- und Richtwerten der RKI-Richtlinie:
„Infektionsprävention in der Zahnheilkunde - Anforderungen an die Hygiene“
(Bundesgesundheitsblatt 2006) beurteilt.
Untersuchung von Trinkbrunnen in der Patientenversorgung
Anwendung
Untersuchung von Trinkbrunnen als kontinuierliches Hygienemonitoring im Klinikbereich.
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Analyt
Koloniezahl/ml nach DIN 6222
Pseudomonas aeruginosa
Mindestprobenmengen: ca. 200 ml
Hinweis zur Probennahme:
Für die Probenahme erhalten Sie sterile Flaschen mit Natrium-Thioslulfat nach
Terminvereinbarung im Hygiene-Labor (0931/201 469 43)
Die Flaschen sollten nicht bis über den Flaschenhals befüllt werden (ca. 5/6), um eine
bessere Mischung der Probe zu ermöglichen.
Probe möglichst steril entnehmen.
Der Probenbegleitschein muss vollständig ausgefüllt sein (Tabelle 2,
Trinkwasser/Badewasser).
Transport:
Die Proben sollten gekühlt bei 5 ± 3 °C und lichtgeschützt, z. B. in Behältern aus Styropor mit
Kühlelementen (Kühlpacks), transportiert werden und innerhalb von 8 h im Labor eintreffen.
Befundung/Beurteilung
Die Beurteilung der Gesamtkeimzahl orientiert sich an den Grenzwerten der
Trinkwasserverordnung. Jeder Nachweis von Pseudomonas aeruginosa weist auf eine
Kontamination des Trinkbrunnens hin.
Untersuchungen nach Europäischem Arzneibuch (EuAB)
Sterilitätsprüfung nach EuAB
Anforderung
Im Rahmen der Zubereitung von Flüssigkeiten ist ggf. eine Kontrolle des Endproduktes auf
Sterilität durchzuführen.
1) Membranfiltermethode (Steritest-Set der Firma Millipore)
Die Membranfiltermethode wird bei Flüssigkeiten und wässrigen Lösungen oder
Zubereitungen, die in Wasser oder anderen geeigneten Lösungsmitteln löslich sind,
angewendet. Der Vorteil besteht darin, dass es sich um ein geschlossenes System mit
geringer Kontaminationsgefahr handelt.
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2) Direktbeschickungsmethode
Die Direktbeschickungsmethode wird bei Feststoffen, löslichen, unlöslichen,
suspendierbaren oder emulgierbaren Zubereitungen sowie bei Cremes und Salben
angewendet. Es wird eine definierte Menge des Materials in Flüssigmedien gegeben.
Hinweise für den Einsender:
Der Probenbegleitschein muss Angaben über die antimikrobielle Aktivität und
Konservierungsstoffe des zu untersuchenden Produktes enthalten.
Bei jedem neuen Produkt wird die Eigenhemmung in einer Validierungsprüfung durch
Kontamination mit mehreren Testkeimen untersucht.
Transport:
Die Proben sollten in der Originalverpackung bei Umgebungstemperatur an das IHM
gebracht bzw. versandt werden. Die Dauer des Transportes ist in den meisten Fällen
unkritisch.
Mindestprobenmenge:
Richtet sich nach der eingesandten Chargengröße und nach der Füllmenge des
Probenbehältnisses
(vgl. EuAB)
Beachte: Mindestens die gleiche Probenmenge ist bei Ersteinsendung, Änderungen in der
Rezeptur oder bei Änderungen der experimentellen Bedingungen nochmals für die
Validierungsprüfung erforderlich! Ggf. Rücksprache mit dem Hygiene-Labor.
Befundung/Beurteilung
Nach 14-tägiger Bebrütung bei 24° und 33°C darf kein Keimwachstum nachweisbar sein.
Untersuchung von Aqua purificata gemäß EuAB
Anforderung
Überprüfung von gereinigtem Wasser, das zur Herstellung von Zubereitungen bestimmt ist.
Dies muss weder steril noch pyrogenfrei sein. ( EuAB)
Hinweise für den Einsender:
Mindestprobenmenge: ca. 150ml
Die Flaschen sollten nicht bis über den Flaschenhals befüllt werden (ca. 5/6), um eine
bessere Mischung der Probe zu ermöglichen.
Sterile Flaschen erhalten Sie nach Terminvereinbarung im Hygiene-Labor (0931/201 469
43).
Seite 239 von 281
Transport
Die Proben sollten gekühlt bei 5 ± 3 °C und lichtgeschützt, z. B. in Behältern aus Styropor mit
Kühlelementen (Kühlpacks), transportiert werden und innerhalb von 8 h im Labor eintreffen.
Befundung/Beurteilung
Nach EuAB (6. Ausgabe Grundwerke 2008) gilt als angemessener Grenzwert zum
Eingreifen eine Gesamtanzahl von 100 koloniebildender, aerober Keime je Milliliter.
Ansonsten erfolgt die Beurteilung nach QMS des Einsenders.
Prüfung auf mikrobielle Verunreinigung bei nicht sterilen
Naturprodukten oder Arzneimitteln nach dem EuAB
Anforderung
Chargenkontrolle und zur Kontrolle des Herstellungsprozess von Arzneimitteln und
Naturprodukten.
Analyt
1. Gesamtkeimzahl:
Bakterien (TAMC)
Hefen und Schimmelpilze (TYMC)
2. Nachweis bestimmter Mirkoorganismen:
Escherichia coli
Salmonellen
Galletolerante gramnegative Bakterien
Staphylococcus aureus
Pseudomonas aeruginosa
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Das EuAB (6. Ausgabe Grundwerke 2008) teilt die zu untersuchenden Materialien in
verschiedene Darreichungsformen ein:
Für derzeitige Einsender bedeutsame Kategorien mit den jeweiligen Grenzwerten:
Kategorie kutane Anwendung
Anwendungen in der Mundhöhle, Anwendung am Zahnfleisch, kutane Anwendung,
Anwendung in der Nase, Anwendung am Ohr
höchstens 102 TAMC KBE/ g bzw ml
höchstens 101 TYMC KBE/ g bzw. ml
in 1 g bzw. ml kein S. aureus oder P. aeruginosa
Kategorie A
Pflanzliche Arzneimittel (mit oder ohne Hilfsstoffe), die pflanzliche Drogen enthalten, welche
zur Herstellung eines Aufgusses oder Dekokts unter Verwendung von siedendem Wasser
bestimmt sind (z.B. Tees mit oder ohne Zusatz von Aromastoffen)
höchstens 107 TAMC KBE/ g bzw ml
höchstens 105 TYMC KBE/ g bzw. ml
höchstens 103 KBE/ g bzw. ml E.coli
in 25 g bzw. ml keine Salmonellen
Kategorie B
Pflanzliche Arzneimittel (mit oder ohne Hilfsstoffe), die z.B. Extrakte und / oder pflanzliche
Drogen enthalten, deren Herstellungsverfahren (z.B. Extraktion) oder, falls zutreffend, im
Falle pflanzlicher Drogen, deren Vorbehandlung den Gehalt an Mikroorganismen so weit
reduziert, dass er den nachfolgenden Kriterien für die Kategorie entspricht.
höchstens 104 TAMC KBE/ g bzw ml
höchstens 102 TYMC KBE/ g bzw. ml
höchstens 102 KBE/ g bzw. ml gramnegative Bakterien, die gegen Gallensalze resistent sind
in 1 g bzw. ml kein E. coli
in 25 g bzw. ml keine Salmonellen
Kategorie C
Pflanzliche Arzneimittel (mit oder ohne Hilfsstoffe), die z.B. Extrakte und / oder pflanzliche
Drogen enthalten, deren Herstellungsverfahren (z.B. Extraktion bei niedrigen
Alkoholkonzentrationen oder mit nicht siedendem Wasser oder durch Konzentrieren bei
niedriger Temperatur) oder, im Falle von pflanzlichen Drogen, deren Vorbehandlung den
Gehalt an Mikroorganismen nicht ausreichend reduziert, um den unter Kategorie B
geforderten Kriterien zu entsprechen.
höchstens 105 TAMC KBE/ g bzw ml
höchstens 104 TYMC KBE/ g bzw. ml
höchstens 104 KBE/ g bzw. ml gramnegative Bakterien, die gegen Gallensalze resistent sind
in 1 g bzw. ml kein E. coli
in 25 g bzw. ml keine Salmonellen
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Nicht wässrige Zubereitungen zum Einnehmen
Wässrige Zubereitung zum Einnehmen
Rektale Anwendung
Vaginale Anwendung
Transdermale Pflaster (Grenzwerte für 1 Pflaster einschließlich der Haft- und Trägerschicht)
Anwendung durch Inhalation (spezielle Anforderungen für flüssige Zubereitungen zur
Zerstäubung)
Abkürzungen:
TAMC = Total Aerobic Microbial Count,
TYMC = Total combined Yeasts/Mould Count
GKZ = Gesamtkeimzahl
Mindestprobenmenge: 40 - 50 g
Hinweise zur Probennahme
Die Entnahme aus der entsprechenden Charge muss unter Beachtung steriler Kautelen
geschehen.
Die Einsendung sollte Montag – Donnerstag bis 12:00 Uhr, Freitag bis 11:00 Uhr erfolgen
oder in eiligen Fällen nach Absprache mit dem Hygiene-Labor (0931/20146943).
Der Probenbegleitschein muss folgendes unbedingt enthalten:
- Angabe bei vorhandener mikrobieller Aktivität
- die Darreichungsform muss angegeben werden
Probentransport:
Der Transport erfolgt bei Umgebungstemperatur. Die Dauer des Transportes ist in den
meisten Fällen unkritisch.
Befundung/Beurteilung
Die Beurteilung erfolgt nach dem Europäischen Arzneibuch 6. Ausgabe Grundwerk 2008
Seite 242 von 281
Wasserhygiene
Untersuchung von Trinkwasser nach der Trinkwasserverordnung
Anforderung
Routinemäßige bzw. periodische Untersuchung von Wasser aus kommunalen und
Eigenversorgungsanlagen, welche der Untersuchung nach TrinkwV unterliegen.
Analyt
Koloniezahl / ml nach DIN 6222
Bestandteil der routinemäßigen Untersuchung
E. coli / Coliforme / 100 ml nach ISO 9308-1
Bestandteile der routinemäßigen Untersuchungen
Enterokokken / 100 ml nach ISO 7899-2
Ist Bestandteil der periodischen Untersuchungen.
Pseudomonas aeruginosa / 250 ml nach ISO 16266
Nur bei Trinkwasser, das zur Abfüllung in Flaschen oder sonstigen Behältnisse bestimmt ist,
ist die Untersuchung Bestandteil der routinemäßigen Untersuchung.
Clostridium perfringens / 100 ml nach Anlage 5 der TrinkwV 2001
Ist routinemäßig nur erforderlich, wenn das Wasser von Oberflächenwasser stammt oder von
Oberflächenwasser beeinflusst wird
Legionellen / 100 ml (Risikobereich) nach ISO 11731-2
Das Probenvolumen hängt von der Art des Wasserverteilungssystems und dem Zweck der
Untersuchung ab. Die Untersuchung erfolgt nach Anforderung.
Hinweise zur Probennahme:
Die Entnahme vor Ort erfolgt durch qualifizierte Probennehmer (ggf. nach Terminabsprache)
nach DIN EN ISO 19458:2006. Wird die Entnahme von nicht akkreditierten Personen
durchgeführt, so liegt die Probenentnahme in der Verantwortung des Auftraggebers.
Die Flaschen sollten nicht bis über den Flaschenhals befüllt werden (ca. 5/6), um eine
bessere Mischung der Probe zu ermöglichen.
Zur Probenahme erhalten Sie sterile Flaschen mit Natrium-Thioslulfat-Zusatz nach
Terminvereinbarung im Hygiene-Labor (0931/201 469 43).
Der Probenbegleitschein muss vollständig ausgefüllt sein. Die Angaben über die
Entnahmestelle, Entnahmezeit, Temperatur, Einzel oder Zentralversorgung und Chlorierung
sind auf der Rückseite zu notieren (Tabelle 2, Trinkwasser/Badewasser).
Seite 243 von 281
Mindestprobenmengen:
1. 200 ml für die Routineuntersuchung:
Koloniezahl /ml nach DIN 6222
E. coli/Coliforme / 100 ml nach ISO 9308-1
2. Bis zu 750 ml je nach gewünschter Anforderung
Transport:
Die Proben sollten gekühlt bei 5 ± 3 °C und lichtgeschützt, z. B. in Behältern aus Styropor mit
Kühlelementen (Kühlpacks), transportiert werden und innerhalb von 8 h im Labor eintreffen.
Befundung/Beurteilung
Die Ergebnisse werden entsprechend den Grenzwerten der TrinkwV beurteilt.
Untersuchung von Schwimm- und Badebeckenwasser nach
DIN 19643/1
Anforderung
Die Untersuchung von Badebeckenwasser, insbesondere auch die Untersuchungsparameter
und Probenhäufigkeit sind in der DIN 19643 (Aufbereitung von Schwimm- und
Badebeckenwasser) geregelt.
Mindestprobenmenge und Analyt
Routineuntersuchung bei Reinwasser und Beckenwasser:
Mindestprobenmenge 250 ml (ohne Legionellen)
Koloniezahl / ml nach DIN 6222
E. coli / 100 ml nach ISO 9308-1
Pseudomonas aeruginosa / 100 ml nach ISO 16266
Legionellen
Mindestprobenmenge je nach Anforderung
1 ml bei Beckenwasser und 100 ml bei Filtrat (Anforderung bei Beckenwasser > 23°C) nach
DIN 11731-2
Hinweise zur Probennahme
Die Entnahme vor Ort erfolgt durch Hygienefachkräfte bzw. geschultes Personal.
Zur Probenahme erhalten Sie sterile Flaschen mit Natrium-Thioslulfat-Zusatz nach
Terminvereinbarung im Hygiene-Labor (0931/201 469 43).
Die Flaschen sollten nicht bis über den Flaschenhals befüllt werden (ca. 5/6), um eine
bessere Mischung der Probe zu ermöglichen.
Reinwasser (aufbereitetes Wasser nach Einmischen von Desinfektionsmittel)
Die Probennahme erfolgt aus dem Zapfhahn der Reinwasserleitung unmittelbar vor Eintritt
des Wassers in das Becken.
Beckenwasser (Wasser in Schwimm- und Badebecken)
Die Probennahme erfolgt während der Hauptbelastungszeit des Beckens ca. 50 cm vom
Beckenrand entfernt aus dem oberflächennahen Bereich als Schöpfprobe.
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Filtrat (aufbereitetes Wasser vor Einmischung des Desinfektionsmittels)
Wasserprobe aus der Filtratleitung unmittelbar vor Einmischung des Desinfektionsmittels
Der Probenbegleitschein muss vollständig ausgefüllt sein. Die Angaben über die
Entnahmestelle, Entnahmezeit, Temperatur, Einzel- oder Zentralversorgung und Chlorierung
sind auf der Rückseite zu notieren. (Tabelle 2, Trinkwasser/Badewasser).
Transport:
Die Proben sollten gekühlt bei 5 ± 3 °C und lichtgeschützt, z. B. in Behältern aus Styropor mit
Kühlelementen (Kühlpacks), transportiert werden und innerhalb von 8 h im Labor eintreffen.
Befundung/Beurteilung
Die Ergebnisse werden entsprechend den Grenzwerten von Schwimm- und Badewasser
nach DIN 19643/1 beurteilt.
Nachweis von Legionellen aus wasserführenden Systemen
Anforderung:
Die Untersuchung soll eine Aussage über eine mögliche Kontamination eines Systems mit
Legionellen und deren Ausmaß liefern, um eine Bewertung und ggf. geeignete Abwehrmaßnahmen vornehmen zu können.
Grundsätzlich sind die Vorgaben der Trinkwasserverordnung zu beachten, wonach
Legionellenuntersuchungen in Hausinstallationen, aus denen Wasser an die Öffentlichkeit
abgegeben wird (z.B. Schulen, Kindergärten, Krankenhäuser und sonstige Einrichtungen)
jährlich vorgeschrieben sind.
Mindestprobenmengen: 250 ml - 1000 ml
Ist abhängig von der Art des Wasserverteilungssystems und dem Zweck der Untersuchung.
Hinweis zur Probennahme
Die Proben sind gemäß der jeweils gültigen Fassung der Empfehlung des
Umweltbundesamtes Nachweis von Legionellen in Trink- und Badebeckenwasser und unter
Beachtung der Trinkwasserverordnung durch akkreditierte Probennehmer zu entnehmen.
Zur Probenahme erhalten Sie sterile Flaschen mit Natrium-Thioslulfat-Zusatz nach
Terminvereinbarung im Hygiene-Labor (0931/201 469 43)
Die Flaschen sollten nicht bis über den Flaschenhals befüllt werden (ca. 5/6) um eine
bessere Mischung der Probe zu ermöglichen.
Der Probenbegleitschein muss vollständig ausgefüllt sein (Tabelle 2,
Trinkwasser/Badewasser)
Transport
Die Proben sollten gekühlt bei 5 ± 3 °C und lichtgeschützt, z. B. in Behältern aus Styropor mit
Kühlelementen (Kühlpacks) transportiert werden und innerhalb von 8 h im Labor eintreffen.
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Befundung/Beurteilung
Bei der Untersuchung in Trinkwassererwärmungs- und Leitungsanlagen gelten die Angaben
nach DVGW-Merkblatt W 551.
Bei Kühltürmen erfolgt eine Bewertung nach dem „Informationsblatt für Betreiber von
Verdunstungsrückkühlwerken (VRKW)“ des Bayerischen Landesamtes für Gesundheit und
Lebensmittelsicherheit. (Stand: 1. Januar 2007). Es wird empfohlen, den Richtwert von 1000
KBE/ Liter Legionella species zu unterschreiten.
Untersuchung von Kakao, Schokolade, Zuckerwaren und
Rohmassen auf Salmonellen
Anforderung
Chargenkontrolle bei der Produktion von schokoladehaltigen Produkten.
Um eine gesundheitliche Gefährdung der Verbraucher zu vermeiden, müssen Lebensmittel
hygienisch-mikrobiologisch überwacht werden. Stichprobenumfang, Untersuchungsspektrum
und ggf. Bewertungskriterien werden durch den Auftraggeber festgelegt.
Die Durchführung der Untersuchung erfolgt nach den gemäß §64 des Lebensmittel- und
Futtermittelgesetzbuches festgelegten Methoden oder gleichwertigen Verfahren.
Der Probenbegleitschein muss eindeutig und vollständig mit dem gewünschten Parameter in
der zu untersuchenden Mengenangabe angegeben sein.
Mindestprobenmenge: nach Vorgaben des QMS des Einsenders (100 g - 250 g)
Hinweise für den Einsender:
Die zu untersuchende Menge ist auf dem Probenbegleitschein unbedingt zu vermerken.
Transport
Der Transport erfolgt bei Umgebungstemperatur. Die Dauer des Transportes ist in den
meisten Fällen unkritisch.
Befundung/Beurteilung
Salmonellen dürfen in der jeweiligen Menge nicht nachgewiesen werden
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Überprüfung von Blut und Blutkomponenten auf Sterilität
Anforderung
Im Rahmen der Qualitätssicherung (nach den Vorgaben des Arbeitskreises Blut, Bundesgesundheitsblatt 8/97) von Blut und Blutprodukten müssen Stichprobenuntersuchungen auf
Sterilität durchgeführt werden.
Mindestprobenmenge: 10 ml +/ - 1 ml Beutelinhalt pro Nährmedium
Analyt
1. Sterilität von Blut- und Blutprodukten
2. Mikroorganismen: Aerobe und anaerobe Bakterien
Pilze
Hinweise für den Einsender:
Transport:
Der Transport der Produkte erfolgt in doppelt verpackten Tüten bei Umgebungstemperatur.
Befundung/Beurteilung
Die Ergebnisse werden nach den Vorgaben des Arbeitskreises Blut, Bundesgesundheitsblatt
8/97 beurteilt.
Seite 247 von 281
4 MOLEKULARBIOLOGIE
4.1 Präanalytik
Die durchgeführten molekularbiologischen Erregernachweise beruhen auf dem Nachweis von ErregerDNA mittels verschiedener Nachweismethoden. DNA ist in den Patientenmaterialien in der Regel
relativ stabil, so dass bei Transportzeiten < 24 Stunden eine Lagerung bei Raumtemperatur
ausreichend ist. Bei längeren Transportzeiten sollte das Material gekühlt (4°C) oder gefroren (-20 oder
-80°C) transportiert werden. Spezielle Transportmedien sind nicht erforderlich.
Soll aus dem Material ausschließlich eine molekularbiologische Diagnostik durchgeführt werden, so
sollte die Aufbewahrung im Falle der nicht unmittelbaren Verarbeitung bei 4°C (oder darunter)
erfolgen.
Wird zusätzlich zur molekularbiologischen Diagnostik eine Erregeranzucht angestrebt, so sollte das
Material entsprechend den im Abschnitt Bakteriologie beschriebenen Vorschriften transportiert und
aufbewahrt werden.
In Zweifelsfällen empfiehlt sich eine Rücksprache mit dem zuständigen Mikrobiologen oder (außerhalb
der Dienstzeiten) mit dem diensthabenden Mikrobiologen.
Seite 248 von 281
4.2 Laufzeiten bei molekularbiologischen
Untersuchungen
1. Probenannahme, Registrierung und Weiterleitung
ca. 1h
Die Probenannahme und Zuteilung zu den Labors erfolgt in der Pforte (Bereich Materialannahme).
2. DNA-Isolierung aus der Probe
ca. 1h
Die DNA-Isolierung erfolgt in der Regel am Tag des Probeneingangs. Bei Proben, die nach 15.00 Uhr
im Labor eingehen, kann die DNA-Isolierung erst am Folgetag durchgeführt werden.
3. Nukleinsäureamplifikation (NAT)
5h (über Nacht)
Die Nukleinsäureamplifikation wird in der Regel am Tag der DNA-Isolierung angesetzt und läuft über
Nacht. Bei kommerziellen Systemen (Nachweis von Chlamydia trachomatis / Nachweis von
Mycobacterium tuberculosis-Komplex) erfolgt die NAT je nach Probenaufkommen, mindestens jedoch
einmal wöchentlich. Diese Systeme beinhalten ein automatisiertes Nachweisverfahren sowie eine
interne Spezifitätskontrolle, so dass die Untersuchung nach der NAT abgeschlossen ist.
4. Nachweis der Amplifikationsprodukte
2h
Der Nachweis der Amplifikationsprodukte erfolgt im Anschluss an die NAT durch Gelelektrophorese.
Bei negativem Testausfall (kein Amplifikationsprodukt nachweisbar) kann nach der Gelelektrophorese
der Endbefund erstellt werden (in der Regel am Tag nach dem Probeneingang). Eine telefonische
Vorabmitteilung positiver Befunde erfolgt in der Regel vor der Spezifitätskontrolle (siehe 6.).
5. Aufreinigung
1h
Wird in der Gelelektrophorese ein Amplifikationsprodukt nachgewiesen (= positiver Testausfall), so
wird dieses Produkt zur Durchführung einer Spezifitätskontrolle aufgereinigt.
6. Spezifitätskontrolle/Auswertung bei positiver NAT (Sequenzierung)
4h
Die Spezifitätskontrolle (bzw. die Auswertung bei einer universellen PCR) erfolgt durch automatisierte
DNA-Sequenzierung
und
Sequenzabgleich
mit
einer
Datenbank.
Nach
erfolgreicher
Spezifitätskontrolle wird der Endbefund erstellt (in der Regel 48h nach Probeneingang).
Seite 249 von 281
AUSNAHMEN:
-
Am
Wochenende
(Samstag
und
Sonntag)
sowie
an
Feiertagen
werden
keine
molekularbiologischen Untersuchungen durchgeführt.
-
Molekularbiologische Untersuchungen, die zu Typisierungen durchgeführt werden (z. B. spaTypisierung
bei
MRSA-Isolaten)
werden
je
nach
Probenaufkommen
im
Bereich
Molekularbiologie möglichst zeitnah durchgeführt.
Seite 250 von 281
4.3 Angaben zu einzelnen Untersuchungen
Direktnachweise von Erregern aus diagnostischen Proben
4.3.1 Aspergillus spp.
Patientenauswahl: immunsupprimierte Patienten (V. a. Patienten mit Granulozytopenie) mit
Verdacht auf Aspergillusinfektion
Untersuchungsmaterial: EDTA-Blut, Liquor, bronchoalveoläre Lavage, transbronchiale
Biopsie.
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: ribosomale DNA
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: ≤100 Genomäquivalente in wässriger Lösung
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis genusspezifischer DNA.
Der kulturelle Erregernachweis ist relativ langwierig und weist eine geringe Sensitivität auf.
Der molekularbiologische Nachweis kann ergänzend zu Mikroskopie, Kultur und Serologie
Hinweise auf eine Aspergillusinfektion geben. Ein positives Ergebnis beweist die Gegenwart
von Aspergillus-DNA in der Probe, eine Aussage zum Krankheitswert des Nachweises kann
insbesondere beim Nachweis aus Atemwegsmaterialien nur vom behandelnden Arzt in
Kenntnis der klinischen Symptomatik und anderer Befunde (Serologie, Kultur, Mikroskopie)
erfolgen. Ein negativer DNA-Nachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus.
Literatur: Einsele et al., J Clin Microbiol. 1997;35:1353-60.
Seite 251 von 281
4.3.2 Borrelia burgdorferi
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf Borreliose (z. B. Z. n. Erythema chronicum
migrans, Arthritis, neurologische oder ophthalmologische Manifestationen)
Untersuchungsmaterial: Hautbiopsien, Gelenkpunktate, Liquor, Augenmaterial
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: Flagellin (fla)
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: 10 Genomäquivalente in wässriger Lösung
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis genusspezifischer DNA.
Der kulturelle Erregernachweis ist kontaminationsanfällig, langwierig und zeichnet sich durch
geringe Sensitivität aus. Methode der Wahl zur Diagnose einer Borreliose ist der
serologische Antikörpernachweis, der durch die DNA-Diagnostik ergänzt werden kann. Ein
positives Ergebnis beweist die Gegenwart von Borrelien-DNA in der Probe, eine Aussage
zum Krankheitswert des Nachweises kann nur vom behandelnden Arzt in Kenntnis der
klinischen Symptomatik und anderer Befunde (Serologie) erfolgen. Ein negativer DNANachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus. Ein positiver DNA-Nachweis aus
Gelenkpunktaten bei negativer Serologie ist eine Rarität (seronegative Borrelien-Arthritis).
Literatur: Karch und Huppertz 1993; Rheumatology 12:227-9.
Seite 252 von 281
4.3.3 Chlamydophila pneumoniae
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf Chlamydophila pneumoniae-Infektion,
Verdacht auf atypische Pneumonie
Untersuchungsmaterial: respiratorisches Material, Liquor nach Rücksprache
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: RNA-Polymerase β
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: ≤10 Genomäquivalente in wässriger Lösung
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis spezies-spezifischer DNA.
Der kulturelle Erregernachweis ist kontaminationsanfällig, langwierig und zeichnet sich durch
geringe Sensitivität aus. Der Aussagewert serologischer Methoden wird durch hohe
Durchseuchungstiter eingeschränkt. Ein positiver DNA-Nachweis beweist die Gegenwart von
C. pneumoniae-DNA in der Probe, eine Aussage zum Krankheitswert des Nachweises kann
nur vom behandelnden Arzt in Kenntnis der klinischen Symptomatik und anderer Befunde
erfolgen. Ein negativer DNA-Nachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus.
Literatur: Maass et al., Angiology 1997; 48:699-706.
Seite 253 von 281
4.3.4 Chlamydia trachomatis
Patientenauswahl: Patienten mit urogenitalen Infektionen und V. a. C. trachomatis-Infektion,
reaktive Arthritis
Untersuchungsmaterial: Zervixabstriche, Erststrahlurine, Urethralabstriche, Spermaproben
Untersuchungsverfahren: Real-Time PCR
Zielgen: kryptisches Plasmid und Gen für das Major Outer Membrane Protein (MOMP) von
C. trachomatis
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: Die Sensitivität der Methode wird in der Literatur mit ≥98% angegeben.
Spezifität: Die Spezifität der Methode liegt bei ≥99%.
Der kulturelle Erregernachweis ist schwierig, langwierig und erfordert Zellkulturmethoden.
Serologische Nachweise sind wegen hoher Durchseuchungstiter schwer zu interpretieren.
Ein positiver DNA-Nachweis beweist die Gegenwart von C. trachomatis-DNA in der Probe.
Ein negativer DNA-Nachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus.
Literatur: Böhm I. et al., J. Clin. Virol. 2009; 46/S3:S27-S32
Seite 254 von 281
4.3.5 Enterohämorrhagischer Escherichia coli (EHEC)
Patientenauswahl:
-
Patienten mit V. a. hämolytisch-urämisches Syndrom (HUS) oder
thrombotisch-thrombozytopenische Purpura (TTP)
-
Patienten mit blutig-wässrigen Stühlen
-
endoskopisch nachgewiesene hämorrhagische Colitis
-
hospitalisierte Kinder bis zu 6 Jahren mit Diarrhoe
-
nekrotisierende Enterokolitis
-
Gastroenteritis-Ausbrüche in Gemeinschaftseinrichtungen
-
Diarrhoe in der Anamnese und hämolytische Anämie
-
Diarrhoe in der Anamnese und akutes Nierenversagen
-
Kontaktpersonen von Patienten mit nachgewiesenen EHEC-Infektionen
Untersuchungsmaterial: Anreicherungskulturen und Kulturisolate aus Stuhl, Darmbiopsien
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: Shigatoxine 1 und 2, enterocyte attachment and effacement factor (stx1, stx2, eae)
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: entfällt
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis der Zielsequenz.
Differenzierung von auf Selektivnährmedien kultivierten E. coli-Kolonien durch Shigatoxin 1-,
Shigatoxin 2- und eae-NAT. Ein positives Ergebnis in eae-NAT und mindestens einer der
Shigatoxin-NAT ist ein starker Hinweis für die Gegenwart von EHEC in der Probe. Eine
Aussage zum Krankheitswert des Nachweises kann nur vom behandelnden Arzt in Kenntnis
der klinischen Symptomatik und anderer Befunde (Serologie) erfolgen. Ein negativer DNANachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus. Positive Nachweise unterliegen der
Meldepflicht nach §7 IfSG.
Literatur: Oswald et al., Infect Immun 2000; 68:64-71.
Seite 255 von 281
4.3.6 Enteropathogener E. coli (EPEC)
Patientenauswahl: Hospitalisierte Kinder bis zu 2 Jahren mit Diarrhoe
Untersuchungsmaterial: Anreicherungskulturen und Kulturisolate aus Stuhl, Darmbiopsien
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: enterocyte attachment and effacement factor (eae)
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: entfällt
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis des eae-Gens.
Differenzierung der auf Selektivnährmedien kultivierten E. coli-Kolonien durch eae-NAT. Ein
positives Ergebnis in der NAT beweist die Gegenwart eines E. coli-Stammes, der das eaeGen trägt (z. B. EPEC, EHEC). Zum Ausschluss einer EHEC-Infektion werden bei einer
positiven eae-NAT die Shigatoxin 1- und Shigatoxin 2-NAT durchgeführt. Eine Aussage zum
Krankheitswert des Nachweises kann nur vom behandelnden Arzt in Kenntnis der klinischen
Symptomatik erfolgen. Ein negativer DNA-Nachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus.
Ein positiver Nachweis unterliegt der Meldepflicht nach §7 IfSG.
Literatur: Oswald et al., Infect Immun 2000; 68:64-71.
Seite 256 von 281
4.3.7 Enterotoxischer E. coli (ETEC)
Patientenauswahl:
- Patienten mit wässriger Diarrhoe, besonders nach Auslandsaufenthalt
- Patienten mit häufiger Stuhlentleerung
Untersuchungsmaterial: Anreicherungskulturen und Kulturisolate aus Stuhl, Darmbiopsien
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: hitzestabiles und hitzelabiles Enterotoxin (ST, LT)
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: entfällt
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis der Zielsequenz.
Differenzierung der auf Selektivnährmedien kultivierten E. coli-Kolonien durch
NAT.
Nachgewiesen werden die Gene für das hitzelabile Toxin (LT) und das hitzestabile Toxin
(ST) enterotoxischer E. coli. Ein positives Ergebnis in einer oder in beiden NAT spricht für die
Gegenwart von enterotoxischen E. coli (ETEC) in der Probe. Eine Aussage zum
Krankheitswert des Nachweises kann nur vom behandelnden Arzt in Kenntnis der klinischen
Symptomatik erfolgen. Ein negativer DNA-Nachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus.
Positive Nachweise unterliegen der Meldepflicht nach §7 IfSG.
Literatur: Frankel et al., Mol Microbiol 1998; 3:1729-34.
Seite 257 von 281
4.3.8 Enteroinvasiver E. coli (EIEC) und Shigellen
Patientenauswahl: Patienten mit ruhrartigen oder blutigen Durchfällen, Dysenterie, Fieber,
Auslandsaufenthalt in der Anamnese
Untersuchungsmaterial: Anreicherungskulturen und Kulturisolate aus Stuhl, Darmbiopsien
Zielgen: Plasmid pInv, lal-Region
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: entfällt
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis der Zielsequenz.
Differenzierung der auf Selektivnährmedien kultivierten E. coli-Kolonien durch EIEC/Shigellaspezifische NAT (Nachweis der spezifischen lal-Sequenz). Ein positives Ergebnis in der NAT
beweist die Gegenwart von enteroinvasiver E. coli -DNA oder von Shigella-DNA in der
Probe. Eine Aussage zum Krankheitswert des Nachweises kann nur vom behandelnden Arzt
in Kenntnis der klinischen Symptomatik erfolgen. Ein negativer DNA-Nachweis schließt eine
Infektion nicht sicher aus. Positive Nachweise unterliegen der Meldepflicht nach §7 IfSG.
Literatur:
Frankel et al., Mol. Microbiol. 1989; 3:1729-34.
Frankel et al., J. Infect. Dis. 1990; 161:1252-6.
Seite 258 von 281
4.3.9 Enteroaggregativer E. coli (EAEC)
Patientenauswahl:
- Hospitalisierte Kinder bis zu 2 Jahren mit wässriger Diarrhoe
- HIV-Patienten mit unklarer Diarrhoe
- Patienten mit persistierenden Diarrhöen (länger als 14 Tage)
- Kleinkinder mit wässriger Diarrhoe mit Schleimbeimengungen
Untersuchungsmaterial: Anreicherungskulturen und Kulturisolate aus Stuhl, Darmbiopsien
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: Plasmid pCVD
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: entfällt
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis der Zielsequenz.
Differenzierung der auf Selektivnährmedien kultivierten E. coli-Kolonien durch pCVD432NAT. Ein positives Ergebnis in der NAT beweist die Gegenwart von DNA eines für die
enteroaggregativen E. coli (EAEC) charakteristischen Plasmids und spricht für die
Gegenwart von EAEC in der Probe. Eine Aussage zum Krankheitswert des Nachweises
kann nur vom behandelnden Arzt in Kenntnis der klinischen Symptomatik erfolgen. Ein
negativer DNA-Nachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus. Positive Befunde
unterliegen der Meldepflicht nach §7 IfSG.
Schmidt et al., J Clin Microbiol 1995; 33:701-5.
Seite 259 von 281
4.3.10
Eubakterien
Patientenauswahl: Primär steriles Material, aus dem sich keine Erreger mit konventionellen
Methoden anzüchten lassen (z. B. aufgrund von Antibiotikatherapie oder da Infektionen mit
nicht kultivierbaren Erregern vorliegen).
Untersuchungsmaterial: Primär sterile Materialien
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: 16s rDNA
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: ≤1000 Genomäquivalente in wässriger Lösung
Spezifität: Ein positives Amplifikat wird durch Sequenzanalyse und Vergleich mit der
Genbank-Datenbank oder der RIDOM-Datenbank identifiziert.
Eine Aussage zum Krankheitswert des Nachweises kann nur vom behandelnden Arzt in
Kenntnis der klinischen Symptomatik und anderer Befunde (z. B. Serologie) erfolgen. Ein
negativer DNA-Nachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus. Die eubakterielle PCR ist
zur Vermeidung von falsch positiven Ergebnissen mäßig sensitiv eingestellt.
Literatur: Goldenberger et al., J. Clin. Microbiol. 1997; 35:2733-9.
Harmsen et al., J. Clin. Microbiol. 2001 ;39 :936-42.
Seite 260 von 281
4.3.11
Legionella sp.
Patientenauswahl: Patienten mit atypischer Pneumonie
Untersuchungsmaterial: respiratorisches Material
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis, zusätzlich zu Antigennachweis aus Urin
Zielgen: 16s rDNA (gattungsspezifisch)
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: ≤10 Genomäquivalente in wässriger Lösung
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis genusspezifischer DNA.
Kultur des Erregers ist schwierig und langwierig. Die Kombination aus serologischen
Antikörpernachweisen und DNA ermöglicht eine hohe Sensitivität der bakteriologischen
Diagnostik. Ein positives Ergebnis beweist die Gegenwart von Legionellen-DNA in der
Probe, eine Aussage zum Krankheitswert des Nachweises kann nur vom behandelnden Arzt
in Kenntnis der klinischen Symptomatik und anderer Befunde (Antigennachweis im Urin)
erfolgen. Ein negativer DNA-Nachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus. Positive
Nachweise sind nach §7 IfSG meldepflichtig.
Literatur: Jonas et al., J. Clin. Microbiol. 1995; 33:1247-52.
Seite 261 von 281
4.3.12
Mycobacterium tuberculosis
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf pulmonale Tuberkulose; in besonderen Fällen
Tuberkulose anderer Organe
Untersuchungsmaterial: N-Acetyl-L-Cystein vorbehandelte Proben (=NALC-Rest) von
respiratorischen Materialien. Auf Anforderung kann der DNA-Nachweis auch aus
extrarespiratorischen, vorbehandelten Materialien wie z.B. Magenspülungen, Gewebe,
Perikarderguss, Pleurapunktat und Urin durchgeführt werden.
Liquor wird nativ in die DNA-Präparation eingesetzt (> 5ml).
Untersuchungsverfahren: Real-Time PCR
Zielgen: 16s rRNA
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: Die Sensitivität der Methode liegt laut Herstellerangabe (Firma Qiagen)
bei > 95%.
Spezifität: Die Spezifität der Methode wird vom Hersteller (Firma Qiagen) mit ≥ 99%
angegeben.
Mikroskopische und kulturelle Nachweise von M. tuberculosis sind die Methode der Wahl.
Die kulturelle Anzucht ist die sensitivste Methode. Nur sie erlaubt die Resistenztestung und
weitere epidemiologische Untersuchungen. Sie hat daher Vorrang. Die PCR erlaubt eine
schnelle Bestätigung mikroskopischer Verdachtsdiagnosen. Sie kann zudem komplementär
zur Sensitivitätssteigerung bei paucibacillären Infektionen verwendet werden, wenn ein
dringender Verdacht auf Tuberkulose besteht oder Immunsuppressionen wie HIV-Infektionen
vorliegen. Ein positiver DNA-Nachweis beweist die Gegenwart von M. tuberculosis-DNA in
der Probe, eine Aussage zum Krankheitswert des Nachweises kann nur vom behandelnden
Arzt in Kenntnis der klinischen Symptomatik und anderer Befunde erfolgen. Ein negativer
DNA-Nachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus. Ein positiver Befund ist nach §7 IfSG
meldepflichtig.
Literatur: Beqaj S. H. et al., Diagn. Mol. Pathol. 2007; 16:169-173
Seite 262 von 281
4.3.13
Mycoplasma pneumoniae (ZNS-Infektion)
Patientenauswahl: Patienten mit neurologischen Manifestationen (unklare Meningitis,
Encephalitis,
Meningoencephalitis,
transverse
Myelitis,
Hirnnervenlähmungen
wie
Facialisparese, Psychosen, Gilles de la Tourette-Syndrom, Guillain-Barré-Syndrom,
Hirnstammsymptomatik und Hirninfarkte).
Untersuchungsmaterial: Liquor
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: ATPase
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: ≤1 Genomäquivalent in wässriger Lösung
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis genusspezifischer DNA.
Der kulturelle Nachweis von Mycoplasma pneumoniae ist schwierig und langwierig. Ein
positives Ergebnis in der NAT beweist die Gegenwart von Mycoplasma pneumoniae-DNA in
der Probe. Die Kombination aus Kultur, serologischen Antikörper- und Antigennachweisen
und DNA-Amplifikation ermöglicht eine hohe Sensitivität der bakteriologischen Diagnostik.
Eine Aussage zum Krankheitswert des Nachweises kann nur vom behandelnden Arzt in
Kenntnis der klinischen Symptomatik erfolgen. Ein negativer DNA-Nachweis schließt eine
Infektion nicht sicher aus.
Literatur: Bernet et al., J. Clin Microbiol 1989; 27:2492-6.
Seite 263 von 281
4.3.14
Mycoplasma pneumoniae (Pneumonie)
Patientenauswahl: Patienten mit Verdacht auf atypische Pneumonie
Untersuchungsmaterial: Material aus dem Respirationstrakt
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: tuf
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: ≤100 Genomäquivalente in wässriger Lösung
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis genusspezifischer DNA.
Der kulturelle Nachweis von Mycoplasma pneumoniae ist schwierig und langwierig. Ein
positives Ergebnis in der NAT beweist die Gegenwart von Mycoplasma pneumoniae-DNA in
der Probe. Die Kombination aus Kultur, serologischen Antikörper- und Antigennachweisen
und DNA-Amplifikation ermöglicht eine hohe Sensitivität der bakteriologischen Diagnostik.
Eine Aussage zum Krankheitswert des Nachweises kann nur vom behandelnden Arzt in
Kenntnis der klinischen Symptomatik erfolgen. Ein negativer DNA-Nachweis schließt eine
Infektion nicht sicher aus.
Literatur: Lüneberg et al., J. Clin. Microbiol. 1993 ; 31 :1088-94.
Seite 264 von 281
4.3.15
Pneumocystis jirovecii (P. carinii f. sp. hominis)
Patientenauswahl: Verdacht auf atypische Pneumonie bei HIV-Patienten
Untersuchungsmaterial: respiratorisches Material von HIV-Patienten
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis (nested NAT)
Zielgen: mitochondriale rDNA
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: ≤10 Genomäquivalente in wässriger Lösung
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis genusspezifischer DNA.
Der kulturelle Nachweis von Pneumocystis jirovecii ist nicht möglich. Serologische Methoden
sind nicht verfügbar. Ein positives Ergebnis in der NAT beweist die Gegenwart von
Pneumocystis jirovecii -DNA in der Probe. Die NAT wird komplementär zur mikroskopischen
Diagnostik verwendet. Eine Aussage zum Krankheitswert des Nachweises kann nur vom
behandelnden Arzt in Kenntnis der klinischen Symptomatik erfolgen. Positive Befunde
sprechen bei Patienten mit HIV-Infektion für das Vorliegen einer Pneumocystis jiroveciiPneumonie. Bei HIV-negativen Patienten ist der Aussagewert gering. Ein negativer DNANachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus.
Literatur: Weig et al., J. Clin Microbiol. 1997; 35:1445-49.
Seite 265 von 281
4.3.16
Toxoplasma gondii
Patientenauswahl: Verdacht auf Toxoplasmose bei Schwangeren, Neugeborenen und
immunsupprimierten Patienten
Untersuchungsmaterial: Liquor, EDTA-Blut, Fruchtwasser, Gewebe (ZNS-, Herz- oder
Lungenbiopsien, Abortmaterial), Augenkammerwasser, BAL
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: 529 bp Repeatsequenz (rep529)
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: Die analytische Sensitivität liegt bei 400 Genomäquivalenten/ml wässriger
Lösung.
Spezifität: Die analytische Spezifität der Methode liegt bei 100%.
Der kulturelle Nachweis von Toxoplasma gondii ist nicht möglich, Methode der Wahl ist die
Serologie. Der molekularbiologische Nachweis von Toxoplasma gondii-DNA erfolgt mittels
Real-Time-PCR nach dem TaqMan®-Prinzip. Ein positives Ergebnis beweist die Gegenwart
von Toxoplasma gondii-DNA in der Probe. Der molekularbiologische Nachweis ergänzt
besonders bei immunsupprimierten Patienten (z.B. HIV, Transplantation) und bei cerebralen
Toxoplasmosen den serologischen Nachweis von Antikörpern. Eine Aussage zum
Krankheitswert des Nachweises kann allerdings nur vom behandelnden Arzt in Kenntnis der
klinischen Symptomatik erfolgen. Ein negativer DNA-Nachweis schließt eine Infektion nicht
sicher aus.
Literatur:
Homan W. L. et al., Int. J. Parasitol. 2000; 30: 69-75
Reischl U. et al., BMC Infect. Dis. 2003; 3: 7
Seite 266 von 281
4.3.17
Tropheryma whipplei
Patientenauswahl:
Verdacht
auf
Morbus
Whipple.
Diese
Patienten
zeigen
eine
multisystemische Erkrankung mit Arthralgien, Pleuritis, Fieber, Gewichtsverlust und
Lymphadenopathie, ggf. mit zusätzlicher Herz- und gastrointestinaler Beteiligung.
Untersuchungsmaterial: Darmbiopsien, Hirnbiopsien, extraintestinale Materialien, Liquor,
EDTA-Blut
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: 16s rDNA
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: ≤10 Genomäquivalente in wässriger Lösung
Spezifität: Die Identität des Amplifikats wird durch Sequenzanalyse überprüft. Die Spezifität
beträgt 100% für den Nachweis genusspezifischer DNA.
Bis auf wenig spezifische histologische Färbemethoden sind keine konventionellen
Methoden beschrieben, so dass nur NAT routinemäßig zum Einsatz kommen. Ein positives
Ergebnis beweist die Gegenwart von Tropheryma whipplei-DNA in der Probe, eine Aussage
zum Krankheitswert des Nachweises kann nur vom behandelnden Arzt in Kenntnis der
klinischen Symptomatik und anderer Befunde (Histologie) erfolgen. Ein negativer DNANachweis schließt eine Infektion nicht sicher aus.
Literatur: Relman et al., New Engl J Med 1992; 327:293-301.
Eck et al. Human Pathol. 1997; 28:1424-8.
Seite 267 von 281
4.4
Molekularbiologische Methoden zur
Speziesdiagnostik, Feintypisierung und
Resistenztestung
4.4.1 Mycobacterium sp. 16s
Patientenauswahl: Mykobakterien-Kulturisolate
Untersuchungsmaterial: extrahierte DNA von mykobakteriellen Isolaten aus Flüssig- oder
Festnährbodenkulturen
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: 16S rDNA
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: ≤1000 Genomäquivalente in wässriger Lösung
Spezifität: Ein positives Amplifikat wird durch Sequenzanalyse und Vergleich mit der NCBIDatenbank oder RIDOM-Datenbank identifiziert.
Die Methode dient der Speziesbestimmung von Mykobakterien durch Sequenzanalyse der
16S rRNA-Gene. Mit dieser Methode ist eine rasche und standardisierte molekulare
Speziesdifferenzierung von Mykobakterienisolaten möglich.
Literatur: Dostal et al., RIDOM Press, Würzburg 2003.
Seite 268 von 281
4.4.2 Mycobacterium sp. - ITS
Patientenauswahl: Mykobakterien-Kulturisolate (MOTT)
Untersuchungsmaterial: extrahierte DNA von mykobakteriellen Isolaten aus Flüssig- oder
Festnährbodenkulturen
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: intern transkribierte Spacer (ITS)
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: entfällt
Spezifität: Ein positives Amplifikat wird durch Sequenzanalyse und Vergleich mit der NCBIDatenbank oder RIDOM-Datenbank identifiziert.
Die Methode dient der Speziesbestimmung von Mykobakterien durch Sequenzanalyse der
ITS Region. Mit dieser Methode ist eine rasche und standardisierte molekulare
Speziesdifferenzierung von Mykobakterienisolaten, die sich anhand ihrer 16S rDNA-Sequenz
nicht bis auf Speziesebene differenzieren lassen, möglich. Erlaubt auch die ITSSequenzierung keine eindeutige Speziesidentifizierung, so sollte ein Referenzlabor
konsultiert werden.
Literatur: Roth et al., J. Clin. Microbiol. 2000; 38:1094-1104.
Seite 269 von 281
4.4.3 Mycobacterium tuberculosis - Komplex
Patientenauswahl: Mykobakterien-Kulturisolate (M. tuberculosis-Komplex)
Untersuchungsmaterial: extrahierte DNA von mykobakteriellen Isolaten aus Flüssig- oder
Festnährbodenkulturen
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: gyrB
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: entfällt
Spezifität: Ein positives Amplifikat wird durch Sequenzanalyse identifiziert (siehe SOP).
Die
Methode
dient
der
Speziesbestimmung
von
Mykobakterien
aus
dem
Tuberkulosekomplex durch Sequenzanalyse des gyrB Gens.
Literatur: Kasai et al., J. Clin. Microbiol. 2000; 38:301-8.
Seite 270 von 281
4.4.4 Mycobacterium bovis
Patientenauswahl: M. bovis-Kulturisolate
Untersuchungsmaterial: extrahierte DNA von M. bovis-Isolaten aus Flüssig- oder
Festnährbodenkulturen
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgen: genomische Region RD1
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: entfällt
Spezifität: 100%
Die Methode dient der Unterscheidung zwischen M. bovis und M. bovis BCG durch den
Nachweis einer genomischen Deletion bei BCG-Stämmen.
Literatur: Talbot et al., J. Clin. Microbiol. 1997 ; 35 :566-569.
Seite 271 von 281
4.4.5 Eubakteriendifferenzierung durch 16S rRNA-Sequenzierung
Patientenauswahl: Bakterien-Kulturisolate
Untersuchungsmaterial: extrahierte DNA von bakteriellen Isolaten aus Flüssig- oder
Festnährbodenkulturen
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis und Sequenzanalyse
Zielgen: 16S rDNA
Befundinterpretation:
Nachweisgrenze: entfällt
Spezifität: Ein positives Amplifikat wird durch Sequenzanalyse und Vergleich mit der
Genbank-Datenbank oder der RIDOM-Datenbank identifiziert. Die Methode dient der
raschen und standardisierten Speziesidentifizierung von Bakterienisolaten. Sie wird
besonders bei Bakterienspezies eingesetzt, die mit konventionellen mikrobiologischen
Methoden nicht oder nur mit großem Aufwand identifiziert werden können (z. B. strikt
anaerobe Bakterien). Eine Aussage zum Krankheitswert des Nachweises kann nur vom
behandelnden Arzt in Kenntnis der klinischen Symptomatik und anderer Befunde
(Bakteriologie) erfolgen.
Literatur: Goldenberger et al., J. Clin. Microbiol. 1997; 35:2733-9.
Harmsen et al., J. Clin. Microbiol. 2001 ; 39 :936-42.
Seite 272 von 281
4.4.6 Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus (MRSA): mecAGen
Patientenauswahl: entfällt
Untersuchungsmaterial: S. aureus-Isolate mit V. a. Methicillin-Resistenz bei unklarem
Phänotyp
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis, Amplifikation
Zielgen: mecA (kodiert für alternatives Penicillin-Bindungsprotein PBP 2a)
Befundinterpretation:
Sensitivität: Es wird mit hinreichenden DNA-Mengen gearbeitet, die Frage der Sensitivität
des Verfahrens ist daher zu vernachlässigen. Ein negatives Ergebnis der mecA-PCR wird
nur dann analytisch freigegeben, wenn die spa-PCR des selben Stammes positiv ausfällt.
Spezifität: Das von Jonas et al. 2002 publizierte Verfahren ist reproduzierbar und beweist
spezifisch das Vorliegen des mecA-Gens eines S. aureus Stammes.
Der phänotypische Nachweis einer Methicillin-Resistenz kann in Einzelfällen schwierig sein,
wenn niedrige MHK-Werte nachgewiesen werden (z. B. bei Vorliegen einer heterogenen
Resistenz) oder der PBP 2a-Antigennachweis zweifelhaft ausfällt. Zur Klärung solcher
Befunde bietet der mecA Nachweis eine zwar aufwändige, aber zuverlässige Alternative.
Literatur: Jonas et al. 2002. J. Clin. Microbiol. 40 : 1821-23
Seite 273 von 281
4.4.7 spa-Typisierung von Methicillin-resistenten Staphylococcus
aureus Stämmen (MRSA)
Patientenauswahl: Patientenisolate mit Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus
Untersuchungsmaterial: Bakterienisolate auf Festkulturnährmedium
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis und Sequenzanalyse
Zielgen: repeat region des Protein A Gens (spa)
Befundinterpretation: Diese Untersuchung ermöglicht die molekulare Typisierung von MRSAStämmen
Nachweisgrenze: entfällt
Spezifität: Ein positives Amplifikat wird durch Sequenzanalyse identifiziert und durch
Vergleich mit einer Datenbank von Referenzsequenzen einem spa-Typ zugeordnet. Für die
spa-Typ-Bestimmung wird eine 100%ige Übereinstimmung mit einer der Referenzsequenzen
gefordert. Sollte es sich um eine neue Variante handeln, wird diese durch erneute
Sequenzierung des Gegenstranges bestätigt und in die Referenzsequenzdatenbank
aufgenommen.
Literatur: Harmsen et al., J Clin Microbiol. 2003; 41:5442-8.
Shopsin et al., J. Clin. Microbiol. 1999; 37:3556-3563.
Seite 274 von 281
4.4.8 Vancomycin Resistenzgene für Enterokokken
Untersuchungsmaterial: Vancomycin-resistente Enterokokkenisolate
Untersuchungsverfahren: DNA-Nachweis
Zielgene: vanA, vanB, vanC1, vanC2/3
Befundinterpretation:
Spezifität: Die PCR muss ein Produkt der korrekten Länge für das jeweilige Zielgen liefern.
Die
Validierung
der
Methode
ergab
eine
100%ige
Spezifität
der
positiven
Zielsequenznachweise.
Die Resistenztestung von Enterokokken gegen Vancomycin per MHK im Vitek oder mittels
E-Test liefert bei Vancomycin resistenten Enterokokken oftmals grenzwertige und in
unabhängigen Tests variable Ergebnisse. Darum sollten alle Enterokokken, die nicht
eindeutig sensibel gegen Vancomycin und Teicoplanin getestet sind auf das Vorhandensein
der Vancomycin Resistenz vermittelnden Gene mittels PCR untersucht werden. Die
unterschiedlichen van-Gene kodieren für Ligasen die zur Synthese von alterierten
Peptidoglykanen in der Zellwand von Enterokokken führen. Die unterschiedlichen
Alterationen führen zu unterschiedlich starken Ausprägungen der Resistenzen gegen
Vancomycin und Teicoplanin. VanA vermittelt eine high-level Resistenz gegen Vancomycin
(MHK>32µg/ml) und Teicoplanin (MHK>16µg/ml). VanB vermittelt eine high-level Resistenz
gegen Vancomycin und variable Resistenz gegen Teicoplanin. Die vanC Gene vermitteln
eine low-level Resistenz gegen Vancomycin (MHK 4-8), Teicoplanin bleibt in der In-vitroTestung wirksam (MHK <8). E. gallinarum, E. casseliflavus und E. flavescens sind vermittelt
durch die vanC-Gene immer low-level resistent gegen Vancomycin.
Literatur: Dutka-Malen et al., J. Clin. Microbiol; 1995 33 :24-27
Sahm et al., Antimicrob Agents Chemother; 1995 39:1480-1485.
Seite 275 von 281
4.4.9 Molekularer Direkt-Nachweis von MRSA (BDGeneOhm MRSA)
Untersuchungsmaterial: Nasen- oder Wundabstriche (Amies-Medium)
Patientenauswahl: Patienten mit Risikofaktoren für MRSA-Trägertum bei Aufnahme in das
UKW oder Verlegung
Untersuchungsverfahren: Real-time PCR (Smart Cycler ®)
Zielgene: SCCmec/orfX, MRSA-spezifisch
Nachweisgrenze: 15 Genomäquivalente pro Reaktion (entspricht 5CFU pro Reaktion)
[Angaben des Herstellers]
Sensitivität: 92,3% (Oberdorfer et al. 2006); 100% (Huletsky et al. 2005); 96% (Drews et al.
2006)
Spezifität: 98,4% (Huletsky et al); 93,4% (Warren et al.); 96% (Drews et al. 2006; extranasale
Abstriche); 98,6% (Oberdorfer et al. 2006)
Literatur:
1. Huletsky et al., 2004. New real-time PCR assay for rapid detection of Methicillin-resistant
Staphylococcus aureus from specimen containing a mixture of staphylococci. J Clin
Microbiol. 42(5): 1875-84.
2. Huletsky et al., 2005. Identification of Methicillin-resistant Staphylococcus aureus carriage
in less than 1 hour during a hospital surveillance progem. Clin Infect Dis. 40: 976-81
3. Warren et al., 2004. Detection of Methicillin-resistant Staphylococcus aureus directly from
nasal swab specimens by a real-time PCR assay. J Clin Microbiol. 42(12): 5578-81.
4. Drews et al., 2006. Verification of the IDI-MRSA assay for detecting Methicillin-resistant
Staphylococcus aureus in diverse specimen types in a core clinical laboratory setting. J Clin
Microbiol. 44(10): 3794-96.
5. Oberdorfer et al., 2006. Evaluation of a single-locus real-time polymerase chain reaction
as a screening test for specific detection of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in
ICU patients. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 25(10): 657-663.
Seite 276 von 281
5
NRZM (www.meningococcus.de)
5.1 Meningokokken-Nachweis und Typisierung
Indikation:
Typisierung und Antibiotikaresistenzbestimmung von Neisseria meningitidis-Stämmen im
Rahmen der nationalen Labor-Überwachung.
Direkter Nachweis und Typisierung von N. meningitidis in kulturnegativem Material.
Untersuchungsmaterial:
- Vitale Bakterien isoliert aus:
Blut, Liquor, nasopharyngealen Abstrichen, Rachen-,
Gelenkpunktaten, Petechienaspirat, Biopsien, Lymphknoten.
- Nativmaterial:
Liquor, EDTA-Blut, Serum, Plasma und Biopsien
Tonsillenabstrichen,
Transport:
Die jeweils aktuellen Gefahrguttransportvorschriften sind zu beachten (s. VERSAND auf der
Homepage).
Genügend Material einer frischen Übernachtkultur sollte mittels Tupfer in ein Transportmedium (z.B.
Amies Medium, Port-A-Cul, Port-A-Germ) eingebracht werden. Alternativ können die Bakterien als
Übernachtkultur auf Schrägagar-Röhrchen mit Schraubverschluss (GC-Agar, Kochblutagar) versendet
werden.
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur per Post transportiert (maximale Transportzeit: 48h).
Untersuchungsmethoden:
- Identifizierung von N. meningitidis und anderen Neisseria-Spezies aus invasiven
Infektionen mittels biochemischer Methoden; Durchführung
der 16S rRNASequenzierung
- Serologische Bestimmung der Serogruppen (A, B, C, W135, Y, Z, 29E, X)
- Molekularbiologische Typisierung mittels porA- und fetA-Sequenzierung
- Empfindlichkeitstestung mittels E-Test (getestete Antibiotika: Penicillin G,
Ciprofloxacin, Cefotaxim und Rifampicin), penA-Sequenzierung
- Molekularbiologische Typisierung ausgewählter Isolate mittels MLST (Multi-LocusSequenz-Typisierung) zur Aufklärung der Populationsstruktur invasiver Isolate im
europäischen und globalen Kontext
- Durchführung der 16S rRNA-Sequenzierung zum molekularbiologischen Nachweis
von N. meningitidis bei kulturnegativem Material. Bestimmung der Serogruppen B, C,
W135 und Y mittels PCR sowie Typisierung mittels porA- und fetA-Sequenzierung.
Untersuchungsdauer:
Bei Kulturmaterial erfolgt die Serogruppenbestimmung innerhalb von 24h nach Eintreffen,
das Antibiogramm 48h nach Eintreffen. Die porA- und fetA-Typisierung erfolgt innerhalb von
48h bei Ausbrüchen und dringenden Fällen, mindestens 2x wöchentlich bei sporadischen
Fällen (abhängig von Arbeitsaufkommen und Logistik).
Bei Ausbrüchen und dringenden Fällen erfolgt die molekulare Diagnostik von Nativmaterial
innerhalb von 48h, bei sporadischen Fällen dauert sie ggf. länger.
An Wochenenden ist das Labor nicht besetzt, doch es werden Materialien für das NRZM im
Bereich Bakteriologie angenommen und angelegt.
Ergebnismitteilung:
Seite 277 von 281
Es erfolgt eine Übermittlung von Teil- und Endbefunden an die Einsender. Endbefunde
werden an das für den Wohnort des Patienten zuständige Gesundheitsamt und an die
jeweiligen Landesgesundheitsämter weitergeleitet. Jährliche Auswertungen werden dem
Robert-Koch-Institut zur Verfügung gestellt und zudem auf der Homepage des NRZM
veröffentlicht. Das NRZM führt Computer-gestützte Clusteranalysen durch, die an zuständige
Gesundheitsämter, Landesbehörden und das RKI weitergeleitet werden. Jährlich wird ein
Abgleich mit den Meldedaten des RKI durchgeführt.
Das NRZM stellt seine Daten mittels GIS dar (www.episcangis.org). Es übermittelt monatlich
Daten an die europäische EMERT-Datenbank.
5.2 Meningokokken-Serologie
Indikation:
Nachweis von bakteriziden Antikörpern gegen die Kapselpolysaccharide von Serogruppe A,
C, W-135 und Y Meningokokken. Die Untersuchung wird zur Überprüfung des Impferfolges
nach Polysaccharidimpfung (konjugierte und nicht-konjugierte Impfstoffe) durchgeführt, wenn
die Geimpften einen Immundefekt aufweisen.
Untersuchungsmaterial:
Serum, entnommen >4 Wochen nach Impfung. Optimal ist die Einsendung eines
Serumpaares entnommen zum Zeitpunkt der Impfung und 4 Wochen danach.
Versand:
Serum wird bei Raumtemperatur versendet und sollte nicht länger als 24 h transportiert
werden. Nach Erhalt im NRZM wird das Serum bei –20°C gelagert oder unmittelbar
verarbeitet.
Begleitinformationen:
Begleitscheine stehen unter www.meningococcus.de zu Verfügung.
Labormethoden:
Es werden Serumbakterizidietests (SBA) zum Nachweis bakterizid wirksamer Antikörper
durchgeführt.
Untersuchungsergebnisse:
SBA-Ergebnisse werden als Titer angegeben. Titer ≥ 8 gelten als protektiv. Die SBA-Titer
reflektieren funktionelle Antikörper und sind daher im Vergleich zu ELISA-Ergebnissen als
valider einzustufen.
5.3 Weitere Tätigkeiten im Sinne des Aufgabenkatalogs
des RKI
−
−
−
Beratungstätigkeit für den Öffentlichen Gesundheitsdienst, Laboratorien,
niedergelassene Ärzte, Kliniken und Forschungsinstitute. Durchführung von
Weiterbildungen und Öffentlichkeitsarbeit.
In Abstimmung mit dem Robert Koch-Institut Auswertung und Interpretation der
Daten mit dem Ziel, die epidemiologische Situation möglichst repräsentativ für
Deutschland zu beschreiben. Initiierung von und Mitarbeit bei Surveillanceprojekten.
Regelmäßige Berichterstattung sowie Beratung des Robert Koch-Instituts zu den
entsprechenden Sachfragen und Mitwirkung bei der Erarbeitung von Empfehlungen
Seite 278 von 281
des Robert Koch-Institutes für Diagnostik, Therapie und Prävention sowie allgemein
in der angewandten Infektionsepidemiologie
− Abgabe von Referenzstämmen aus der Stammsammlung des Referenzzentrums für
diagnostische und wissenschaftliche Zwecke auf Anfrage
− Aufbau und koordinierende Pflege von Netzwerken diagnostischer Einrichtungen.
(IBD-LabNet [ECDC], EMGM, RKI Netzwerk „Invasive bakterielle Infektionen“)
Mitarbeiter des NRZM sind über den diensthabenden Arzt des Instituts für Hygiene und
Mikrobiologie der Universität Würzburg auch außerhalb der regulären Dienstzeiten
erreichbar (Telefonzentrale Uniklinik Würzburg 0931-201 0)
5.4 Literatur
Arreaza L, Salcedo C, Alcalá B, Uría MJ, Abad R, Enríquez R, Vazquez JA. Sequencing of
Neisseria meningitidis penA Gene: the key to success in defining penicillin G breakpoints.
Antimicrob Agents Chemother. 2004 Jan;48(1):358-9.
Claus H, Stummeyer K, Batzilla J, Mühlenhoff M, Vogel U. Amino acid 310 determines the
donor substrate specificity of serogroup W-135 and Y capsule polymerases of Neisseria
meningitidis. Mol Microbiol. 2009 Feb;71(4):960-71.
Elias J, Harmsen D, Claus H, Hellenbrand W, Frosch M, Vogel U. Spatiotemporal analysis of
invasive meningococcal disease, Germany. Emerg Infect Dis. 2006 Nov;12(11):1689-95.
Harmsen D, Singer C, Rothgänger J, Tonjum T, de Hoog GS, Shah H, Albert J, Frosch M.
Diagnostics of Neisseriaceae and Moraxellaceae by ribosomal DNA sequencing: ribosomal
differentiation of medical microorganisms. J Clin Microbiol. 2001 Mar;39(3):936-42.
Laude G, Kist M, Krause G. Etablierung von Referenznetzwerken aus Nationalen
Referenzzentren mit assoziierten Konsiliarlaboratorien in Deutschland. Bundesgesetzblatt
2009. 52:919-926
Maiden MC, Bygraves JA, Feil E, Morelli G, Russell JE, Urwin R, Zhang Q, Zhou J, Zurth K,
Caugant DA, Feavers IM, Achtman M, Spratt BG. Multilocus sequence typing: a portable
approach to the identification of clones within populations of pathogenic microorganisms.
Proc Natl Acad Sci USA. 1998 Mar 17;95(6):3140-5.
Thompson EA, Feavers IM, Maiden MC. Antigenic diversity of meningococcal enterobactin
receptor FetA, a vaccine component. Microbiology. 2003 Jul;149(Pt 7):1849-58.
Urwin R, Russell JE, Thompson EA, Holmes EC, Feavers IM, Maiden MC. Distribution of
surface protein variants among hyperinvasive meningococci: implications for vaccine design.
Infect Immun. 2004 Oct;72(10):5955-62.
Vázquez JA, Arreaza L, Block C, Ehrhard I, Gray SJ, Heuberger S, Hoffmann S, Kriz P,
Nicolas P, Olcen P, Skoczynska A, Spanjaard L, Stefanelli P, Taha MK, Tzanakaki G.
Interlaboratory comparison of agar dilution and Etest methods for determining the MICs of
antibiotics used in management of Neisseria meningitidis infections. Antimicrob Agents
Chemother. 2003 Nov;47(11):3430-4.
Vogel U, Elias J, Claus H, Frosch M. Laboratory diagnosis of Neisseria meningitidis from the
viewpoint of the German Reference Laboratory. J Lab Med 2009 Sep;33(5):245-253.
Stand 17.06.2011
Seite 279 von 281
6 KLHI (www.haemophilus-online.de)
6.1 Haemophilus influenzae-Nachweis und Typisierung
Indikation:
Typisierung von Haemophilus influenzae-Stämmen im Rahmen der nationalen LaborÜberwachung.
Untersuchungsmaterial:
- Vitale Bakterien isoliert aus:
Blut, Liquor, nasopharyngealen Abstrichen, Rachen-, Tonsillenabstrichen,
Gelenkpunktaten, Petechienaspirat, Biopsien, Lymphknoten, Ohrabstrichen
Transport:
Die jeweils aktuellen Gefahrguttransportvorschriften sind zu beachten (s. VERSAND auf der
Homepage).
Genügend Material einer frischen Übernachtkultur sollte mittels Tupfer in ein Transportmedium (z.B.
Amies Medium, Port-A-Cul, Port-A-Germ) eingebracht werden. Alternativ können die Bakterien als
Übernachtkultur auf Schrägagar-Röhrchen mit Schraubverschluss (Kochblutagar) versendet werden.
Untersuchungsmethoden:
- Identifizierung von H. influenzae und anderen Haemophilus-Spezies aus invasiven
Infektionen mittels biochemischer Methoden; Durchführung
der 16S rRNASequenzierung
- Serologische Bestimmung der Serotypen (a, b, c, d, e, f)
- Molekularbiologischer Nachweis von ompP2 und bexA
- Molekularbiologische Serogenotypisierung mittels PCR
- Molekularbiologische Typisierung ausgewählter Isolate mittels MLST (Multi-LocusSequenz-Typisierung) zur Aufklärung der Populationsstruktur invasiver Isolate im
europäischen und globalen Kontext
- Empfindlichkeitstestung mittels E-Test (getestetes Antibiotika: Ampicillin), ßLactamase-Testung, Resistenztestung innerhalb 48h
Untersuchungsdauer:
Die Serotypbestimmung erfolgt innerhalb 24h nach Eintreffen. Die molekularbiologischen
Untersuchungen werden erfolgen 1x wöchentlich (abhängig von Arbeitsaufkommen und
Logistik).
An Wochenenden ist das Labor nicht besetzt, doch es werden Materialien für das KLHI im
Bereich Bakteriologie angenommen und angelegt.
Ergebnismitteilung:
Es erfolgt eine Übermittlung des Endbefundes an die Einsender. Endbefunde werden an das
für den Wohnort des Patienten zuständige Gesundheitsamt und an die jeweiligen
Landesgesundheitsämter weitergeleitet.
Das Robert-Koch-Institut erhält jährlich eine Zusammenstellung aller Daten.
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6.2 Weitere Tätigkeiten im Sinne des Aufgabenkatalogs
des RKI
−
Beratungstätigkeit für den Öffentlichen Gesundheitsdienst, Laboratorien,
niedergelassene Ärzte, Kliniken und Forschungsinstitute. Durchführung von
Weiterbildungen und Öffentlichkeitsarbeit.
− In Abstimmung mit dem Robert Koch-Institut Auswertung und Interpretation der
Daten mit dem Ziel, die epidemiologische Situation möglichst repräsentativ für
Deutschland zu beschreiben. Initiierung von und Mitarbeit bei Surveillanceprojekten.
− Regelmäßige Berichterstattung sowie Beratung des Robert Koch-Instituts zu den
entsprechenden Sachfragen und Mitwirkung bei der Erarbeitung von Empfehlungen
des Robert Koch-Institutes für Diagnostik, Therapie und Prävention sowie allgemein
in der angewandten Infektionsepidemiologie
− Abgabe von Referenzstämmen aus der Stammsammlung des Referenzzentrums für
diagnostische und wissenschaftliche Zwecke auf Anfrage
− Aufbau und koordinierende Pflege von Netzwerken diagnostischer Einrichtungen.
(IBD-LabNet [ECDC], RKI Netzwerk „Invasive bakterielle Infektionen“)
Mitarbeiter des KLHI sind über den diensthabenden Arzt des Instituts für Hygiene und
Mikrobiologie der Universität Würzburg auch außerhalb der regulären Dienstzeiten
erreichbar (Telefonzentrale Uniklinik Würzburg 0931-201 0)
6.3 Literatur
Lâm, T.T., Elias, J., Frosch, M., Vogel, U., and Claus, H. 2010. New diagnostic PCR for
Haemophilus influenzae serotype e based on the cap locus of strain ATCC 8142. Int J Med
Microbiol. 301(2):176-9.
Falla TJ, Crook DW, Brophy LN, Maskell D, Kroll JS, Moxon ER. PCR for capsular typing of
Haemophilus influenzae. J Clin Microbiol. 1994 Oct;32(10):2382-6.
Hobson RP, Williams A, Rawal K, Pennington TH, Forbes KJ. Incidence and spread of
Haemophilus influenzae on an Antarctic base determined using the polymerase chain
reaction. Epidemiol Infect. 1995 Feb;114(1):93-103.
Laude G, Kist M, Krause G. Etablierung von Referenznetzwerken aus Nationalen
Referenzzentren mit assoziierten Konsiliarlaboratorien in Deutschland. Bundesgesetzblatt
2009. 52:919-926
Meats E, Feil EJ, Stringer S, Cody A, Goldstein R, Kroll JS, Popovic T and Spratt BG.
Characterization of encapsulated and noncapsulated Haemophilus influenzae and
determination of phylogenetic relationships by multilocus sequence typing. J Clin Microbiol
2003 April;41(4):1623-1636
van Ketel RJ, de Wever B, van Alphen L. Detection of Haemophilus influenzae in
cerebrospinal fluids by polymerase chain reaction DNA amplification. J Med Microbiol. 1990
Dec;33(4):271-6.
Vogel U, Elias J. Claus H. Invasive Erkrankungen durch Haemophilus influenzae im Jahr
2008. Epidem Bull 2009. 35:357-358
Stand 17.06.2011
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